FERME – ABEILLE – BIODIVERSITÉ

Suivi entomologique en Champagne berrichonne et importance des auxiliaires dans les agrosystèmes

1ère partie : introduction, protocole et rapport d’activité 2015.

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Sébastien DAMOISEAU, 2015

C.E.R.C.O.P.E.

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FERME-ABEILLE-BIODIVERSITE – Rapport d’activité CERCOPE, 2015

FERME-ABEILLE-BIODIVERSITE – Rapport d’activité CERCOPE, 2015

Résumé

Dans le cadre du programme Ferme-Abeille-Biodiversité , multi-partenariat porté par le Pays de Bourges, l’association CERCOPE s’est vue proposer en 2015 d’effectuer une première saison de diagnostic / suivi entomologique de trois stations situées au sud-ouest de Bourges, au cœur de la Champagne berrichonne agricole. Afin de mettre en évidence les cortèges de pollinisateurs et le rôle positif que jouent les insectes auxiliaires dans les agrosystèmes, trois dispositifs de piégeage ont été installés en lisière de culture dans des contextes différents, chaque relevé étant par ailleurs complété par le fauchage d’un transect enherbé équivalent. Au final, plus de 600 espèces d’insectes et une cinquantaine d’autres arthropodes ont été inventoriés, traduisant une diversité entomologique globale plus importante que ne le suggérait le contexte agricole intensif. Si les trois stations étudiées présentent une biodiversité

équivalente en nombre d’espèces, notamment grâce à la plantation de haies et le maintien de corridors non fauchés, la plus ou moins grande patrimonialité des cortèges apparaît presque exclusivement déterminée par les habitats naturels jouxtant les zones de culture. Les Hyménoptères et les Diptères Syrphidae, deux des principaux groupes de pollinisateurs ciblés par l’étude, mais aussi les Lépidoptères se sont avérés relativement peu nombreux, les cortèges se banalisant dans les zones ou la pression anthropique est la plus forte. Certains taxons remarquables appartenant à d’autres groupes ont toutefois été observés (essentiellement des

Coléoptères et des Hémiptères) et font l’objet de fiches descriptives indiquant quelques traits écologiques et diagnostiques propres à chaque espèce. Les mesures de gestion susceptibles de favoriser la biodiversité entomologique des trois stations sont indiquées et de nouvelles perspectives de prospection 2016 sont exposées.

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SOMMAIRE

INTRODUCTION / CONTEXTE……………………………………………………………………………………………3

I. GÉNÉRALITÉS……………………………………………………………………………………………….………….. 4

1.1- Insectes et agrosystèmes ……………………………………………………………………………...4

1.2 - Les auxilliaires des cultures ………………………………………………………………………….4

II. MATÉRIEL ET MÉTHODE……………………………………………………………………….…………………..… 8

2.1 - Méthodologie de prospection ………………………………………………………………………….8

2.2 - Choix des stations d’échantillonnage …………………..…………………………………………11

2.3 - Identification des espèces et groupes taxonomiques étudiés ………………………… 16

2.4 – Vocabulaire et indices de « rareté » ………………………………………………………………17

III. RÉSULTATS…………………………………………………………………………………………………………… 18

3.1 - Bilan météorologique / calendrier des passages sur sites………………………….…… 18

3.2 – Résultats généraux ……………………………………………………………………………...……… 18

3.3 - STATION 1 : LEVET (Louy / Montavelange) ………………………………………..……….. 20

• Résultats / Discussion …………………………………………….………. 20 • Les espèces remarquables / fiches-espèces ………….……..… 21 • Liste des espèces contactées sur la station …………….……… 24

3.4 - STATION 2 : SAINT-CAPRAIS (Les Valencins) ……………………………………………..32

• Résultats / Discussion …………………………………………………..… 32 • Les espèces remarquables / fiches-espèces …………………… 32 • Liste des espèces contactées sur la station …………………….. 34

3.5 – STATION 3 : LE SUBDRAY (Le Sollier / LEGTA) ………………………………………… 46

• Résultats / Discussion ………………………………………….………… 46 • Les espèces remarquables / fiches-espèces …………………… 47 • Liste des espèces contactées sur la station ………………..…… 52

IV. DISCUSSION / CONCLUSION ………………………………………………………………………….…………. 60

V. ANNEXES……………………………………………………………………………………………………………… 65

- Éléments bibliographiques …………………………………………………………………..……………… 65

- Glossaire ……………………………………………………………………………………………………..…….. 75

- Récapitulatif des espèces observées sur l’ensemble du territoire …………………….…… 77

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INTRODUCTION / CONTEXTE

Grâce au Contrat Régional de Solidarité Territoriale signé entre la Région Centre et le Syndicat mixte de Développement du Pays de Bourges, le projet Ferme-Abeille-Biodiversité a pu se concrétiser en 2014 pour une période de cinq ans. Piloté par le Pays de Bourges, ce programme ambitieux réunit de nombreux partenaires issus de corporations très diverses (collectivités locales, agriculteurs, apiculteurs, associations naturalistes, bureaux d’études, fédération de chasse, etc.). Ses objectifs sont multiples et ses enjeux territoriaux concernent tous les acteurs de la société civile :

- Effectuer un diagnostic des activités agronomiques exercées, ainsi qu’un inventaire de la faune et de la flore présentes sur le territoire considéré. - Favoriser la biodiversité de la zone, notamment celle des insectes pollinisateurs (abeilles, syrphes, papillons, etc.) et des différents auxiliaires des cultures. - Promouvoir une agriculture raisonnée permettant le maintien de cette biodiversité, cette dernière augmentant en retour la productivité des agrosystèmes. - faire progresser la connaissance naturaliste régionale, encore très lacunaire en entomologie. - Susciter des échanges entre les différents acteurs territoriaux (agriculteurs, apiculteurs, naturalistes, élus, enseignants, scolaires, etc.). - sensibiliser le grand public au rôle primordial que jouent les insectes dans les cultures et plus généralement dans tout écosystème. Bien avant la concrétisation du projet, le programme Ferme-Abeille-Biodiversité nécessita de définir un territoire d’étude. Une vaste zone de 8700 hectares fut donc retenue au sud-ouest de Bourges (s’étendant sur les communes de Trouy, Le Subdray, Arçay, Saint-Caprais, Lunery, Levet et Bourges).

En 2014, un important travail de diagnostic territorial fut donc entrepris par quelques-unes des structures partenaires (Pays de Bourges, Nature 18, Fédération Départementale de Chasse et Chambre d’Agriculture du Cher). Cette démarche, qui comprenait un inventaire de la flore messicole et de la grande faune rencontrées sur la zone, avait par ailleurs pour objectif de caractériser les pratiques agricoles et apicoles ayant cours sur le territoire (assolements et cultures dominantes, gestion des intrants, nombre et taille des ruchers, etc.).

Parallèlement, une analyse palynologique d’envergure était réalisée par le Pays de Bourges, l’identification des grains de pollen étant assurée par un laboratoire spécialisé dans la discipline. Cette étude a permis de mettre en lumière les habitudes alimentaires des abeilles de trois ruchers, tant d’un point de vue qualitatif que quantitatif, et de mieux comprendre les interactions existant entre la phénologie des insectes et les successions floristiques (cultivées ou sauvages).

En 2015, enfin, l’association CERCOPE s’est vue chargée de débuter un suivi entomologique pour une période de trois ans. A l’image de l’ensemble du programme, la finalité de cette étude est triple :

- Effectuer un diagnostic global de la biodiversité entomologique du territoire. - Disposer d’un protocole de prospection standardisé permettant de comparer les résultats de différents sites ou l’évolution dans le temps d’une même station. - Sensibiliser le public à la diversité et aux rôles joués par les insectes dans les agrosystèmes.

Après une brève introduction exposant quelques problématiques liées à la présence des insectes dans les agrosystèmes et aux rôles joués par ces derniers (vaste sujet qui ne peut ici qu’être effleuré), ce rapport présente les premiers éléments diagnostiques issus de cette 1ère saison d’inventaire 2015. Les listes d’espèces observées sur chacune des trois stations sont comparées et les taxa les plus remarquables font l’objet de fiches détaillant certains de leurs traits écologiques, phénologiques, ainsi que leur fréquence dans la région. Enfin, la partie « Discussion / conclusion » tente de souligner les singularités des différents sites étudiés et évoque un exemple concret de mesures de gestion permettant le maintien sur le territoire d’une biodiversité élevée en auxilliaires des cultures.

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I – Généralités

1.1 - Insectes et agrosystèmes

Les agrosystèmes sont des milieux dédiés à l’exploitation d’une ou plusieurs espèces végétales, dans lesquels l’application de techniques agronomiques et le calendrier de leur mise en oeuvre visent à obtenir une productivité maximale. D’un point de vue écologique, les surfaces cultivées constituent donc des milieux anthropiques maintenus volontairement en déséquilibre au profit d’une plante, ces zones présentant une diversité végétale et animale considérablement réduite en comparaison des milieux naturels mixtes. Cependant, loin d’être « stériles », les agrosystèmes abritent la plupart du temps une entomofaune sinon variée, du moins non négligeable. A l’exception des zones traitées massivement par des insecticides, on peut en effet y rencontrer trois catégories d’insectes :

- Des insectes ubiquistes ou de passage , ne présentant généralement aucun lien trophique avec l’espèce végétale cultivée. C’est le cas par exemple de certains prédateurs à la recherche de proies (libellules, mantes, carabes, certaines punaises), d’espèces migratrices très mobiles (Lépidoptères) ou encore d’insectes venant simplement s’abriter dans les cultures.

- Des insectes phytophages à larges spectres, c’est-à-dire des généralistes pouvant se nourrir de la plante cultivée mais possédant un régime non exclusif.

- Des insectes spécialistes strictement inféodés au produit de la culture ou à un groupe d’espèces proches. Généralement représentés par un faible nombre d’espèces, ces insectes sont les plus susceptibles de se multiplier sur leur support de prédilection et de causer d’éventuels dégâts dans les parcelles exploitées.

Depuis le Néolithique et les débuts de l’agriculture, l’Homme sédentarisé a dû faire face à la menace que pouvait représenter pour ses récoltes les insectes dits « ravageurs ». En transformant le paysage pour y instaurer des espaces de culture monospécifique, ce dernier créait en effet un support idéal pour que s’y développent les insectes spécialisés, auparavant présents de manière sporadique dans les habitats naturels. En effet, les pullulations qui peuvent parfois s’observer dans les zones de cultures ne sont en réalité que la conséquence de la création d’un environnement homogène qui leur est favorable, cette ressource constituant une véritable aubaine pour les insectes liés à la plante cultivée. Ce phénomène est accru par l’extension spatiale de la surface des exploitations, la concentration de la ressource, la plus grande visibilité / détection qui en découle mais aussi l’élargissement temporel des périodes de culture qui favorisent la présence des spécialistes au détriment des espèces polyphages. De nos jours, ce déséquilibre « homéostasique » du milieu n’est généralement compensé que par l’utilisation massive de produits phytosanitaires qui, même s’ils se veulent de plus en plus ciblés, ont un impact important sur l’ensemble des cortèges d’insectes et des plantes sauvages environnants.

A l’inverse, les insectes généralistes peuvent être avantagés par rapport aux espèces monophages, en particulier dans les secteurs présentant une faune et une flore variées tels que les lisières de cultures. Lorsqu’un insecte spécialiste tente d’exploiter une espèce végétale à laquelle il n’est pas inféodé, il devient en effet moins performant que les espèces généralistes à large spectre écologique (même si les voies métaboliques des généralistes leur demandent plus d’énergie, ces dernières étant plus longues que celles des spécialistes). C’est le cas d’un grand nombre d’abeilles sauvages solitaires, dont les exigences en termes de biotope et de plantes-hôtes sont étroites, et dont le maintien sur un site peut être localement compromis si une espèce généraliste est présente en trop grand nombre (dans le cas par exemple de l’installation de ruchers d’abeilles domestiques très importants) [S AUVION et al. ,2013].

1.2 - Les insectes auxiliaires

Si certaines espèces peuvent pulluler au point de devenir néfastes aux cultures, l’immense majorité des insectes jouent un rôle non seulement bénéfique pour les agrosystèmes mais souvent primordial, assurant le bon fonctionnement de ces milieux et permettant un gain substantiel de productivité. Là encore, on peut distinguer trois grands types d’auxiliaires des cultures : les pollinisateurs, les prédateurs/parasitoïdes et les recycleurs.

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Les pollinisateurs

Parmi les différents modes de reproduction des Spermaphytes (plantes à fleurs produisant des graines), le plus répandu et sans doute le plus efficace est l’ entomogamie , autrement dit la dissémination du pollen par les insectes. En se déplaçant de fleur en fleur pour butiner et se nourrir de nectar, les insectes transportent des grains de pollen d’une plante à l’autre, permettant leur fécondation et assurant le brassage génétique de l’espèce (la rendant ainsi plus résistante et plus adaptée localement). Qu’ils soient volants ou non, butineurs, prédateur ou recycleur, tout insecte évoluant dans les différentes strates végétales est susceptible de transporter du pollen et par conséquent d’assurer la fécondation des fleurs. S’il est donc impossible de dresser une liste exhaustive des espèces assurant ce rôle, toutes n’ont pas la même efficacité en matière de dissémination du pollen. Les pollinisateurs les plus efficaces sont assurément les Hyménoptères , en particulier les abeilles et les bourdons dont la pilosité du corps peut retenir de grande quantité de pollen. L’Abeille domestique, dont un seul individu peut visiter plusieurs centaines de fleurs en moins d’une heure, assure une part importante de ce rôle. Mais ce sont surtout les très nombreuses espèces d’abeilles solitaires (près de 900 en France) qui permettent la pollinisation de plantes localisées, ces dernières entretenant parfois des liens très étroits avec certaines espèces d’Apoidea. Cette interdépendance peut s’expliquer par une caractéristique morphologique de la plante (calice trop profond pour être accessible aux abeilles domestiques) ou simplement des exigences écologiques partagées très spécifiques. D’un point de vue quantitatif, une étude effectuée en Belgique a déjà tenté d’évaluer les populations d’abeilles domestiques, de bourdons et d’abeilles sauvages présents sur 1 hectare de Colza cultivé par temps chaud : les abeilles domestiques furent estimées à plus de 13000 individus, les bourdons à près de 2000 et les abeilles solitaires à quelques centaines seulement par hectare [JACOB -REMACLE , 1990].

Halictus scabiosae et Andrena cinerea , deux abeilles solitaires assurant la pollinisation de nombreuses plantes. Comme la plupart de leurs congénères, ces espèces fouisseuses apprécient les sols sablonneux meubles.

Dans une moindre mesure, les guêpes ou encore les fourmis - dont le régime est omnivore - assurent elles aussi une partie de la pollinisation des plantes. Les fourmis transportent peu de pollen et sont donc des pollinisateurs moins efficaces que les autres Hyménoptères, mais leur petite taille et leur agilité leur permettent d’accéder plus facilement aux parties inférieures des organes sexuels des fleurs. Les Diptères floricoles tels que les syrphes, quant à eux, possèdent des aptitudes au vol inégalées (rapidité, vol stationnaire) les rendant tout aussi efficaces dans le transport du pollen que les Hyménoptères. Butinant de fleur en fleur, les Lépidoptères jouent par ailleurs un rôle important dans la reproduction de certaines espèces végétales, leurs pièces buccales en forme de trompe leur permettant d’être les seuls à atteindre le nectar de certaines plantes. Enfin, un très grand nombre de Coléoptères et d’ Hémiptères floricoles s’avèrent eux aussi précieux pour le cycle de reproduction des fleurs visitées. Chez les Coléoptères, par exemple, la pilosité très longue de certaines cétoines et de certains clairons constitue de véritables pièges à pollen ( Oxythyrea funesta, Tropinota hirta, Trechus spp. Trichodes spp.). De même, les espèces présentant une pilosité plus courte mais évoluant sur les fleurs, tels que les Oedemeridae, les Cantharidae ou encore les Byturidae, ne sont que quelques exemples parmi la longue liste des insectes auxiliaires assurant la pollinisation des cultures.

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Les prédateurs et les parasitoïdes

Un grand nombre d’insectes prédateurs fréquentant les agrosystèmes permettent de réduire l’impact des ravageurs phytophages sur les cultures. Les populations de pucerons, de petites chenilles ou d’acariens sont ainsi régulées par les larves carnassières des coccinelles , des syrphes et des Neuroptères (chrysopes et hémérobes). De nombreuses punaises prédatrices sont quant à elles efficaces pour limiter le développement de proies de plus grandes tailles, parmi lesquelles les Coléoptères potentiellement problématiques (méligèthes, charançons, bruches, altises). Chez ces dernières, les espèces prédatrices les plus actives appartiennent aux familles des Nabidae, Reduviidae, Miridae, Pentatomidae Asopinae et Anthocoridae pour les proies de petites tailles. On citera enfin les carabes , Coléoptères de grande taille à l’activité nocturne se nourrissant de grandes quantités de limaces et d’escargots néfastes aux cultures. Même si ces impressionnants insectes sont encore prisés par quelques collectionneurs, leur régression généralisée, notamment dans les zones de cultures, est essentiellement due à leur sensibilité aux produits phytosanitaires. Les staphylins , les larves de vers luisants (Coléoptères Lampyridae) et de certains Silphidae, présentant des mœurs similaires et eux aussi géophiles, agissent de même dans ces milieux.

Quatre exemples de larves prédatrices auxiliaires des cultures, de gauche à droite et de haut en bas : larve de coccinelle ( Halyzia 16-guttata ), de carabe ( Carabus sp. ), de syrphe ( Syrphus sp. ) et de chrysope ( Chrysoperla sp. ).

Parallèlement, certaines espèces de tachinaires et d’ Hyménoptères parasitoïdes ont un cycle biologique nécessitant de pondre à l’intérieur ou à proximité d’une chenille immobilisée (endo- et ectoparasitisme). Comme l’indique le terme de « parasitoïde », les larves se développeront et se nourriront de la chenille, provoquant plus ou moins rapidement sa mort (à la différence des parasites « vrais » qui ne peuvent survivre que si leurs hôtes restent en vie). En régulant les effectifs des chenilles s’attaquant aux cultures, comme certaines pyrales ou certaines noctuelles, ces insectes peuvent donc à leur tour contribuer à l’amélioration du rendement des agrosystèmes. D’une façon générale, qu’il s’agisse d’auxiliaires prédateurs ou de parasitoïdes, de nombreuses études ont montré que leur nombre et leur diversité était d’autant plus grands dans les zones cultivées que la végétation périphérique y était variée. Ainsi, les ourlets enherbés, les haies et autres arbustes jouxtant les cultures hébergent de nombreux ennemis naturels des ravageurs tels que les insectes cités précédemment, mais aussi une grande diversité d’araignées et d’oiseaux insectivores [S AUVION et al. ,2013].

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A gauche, des œufs d’Hyménoptères parasitoïdes récemment pondus sur une chenille de Bombyx de la Ronce (qui servira de « garde-manger » aux futurs larves) ; à droite, un cocon d’Ichneumonidae après éclosion et une dépouille de chenille.

Les recycleurs

En plus du rôle prépondérant qu’ils jouent dans la pollinisation et la prédation des ravageurs, certains arthropodes occupent une place prépondérante dans le recyclage de la matière organique animale et végétale. Ces espèces interviennent en effet après la phase autotrophe du cycle de la vie (fixation du carbone par les plantes) pour participer à sa phase hétérotrophe (minéralisation de la matière organique) lors des premiers stades de l’humification des sols. Ainsi, les insectes saprophages, assistés des collemboles, des acariens, des cloportes ou encore des myriapodes présents dans la litière, découpent, fragmentent et digèrent les débris végétaux du sol, les rendant plus accessibles aux décomposeurs (bactéries et champignons). Ils facilitent le mélange des matériaux organiques avec le substrat minéral, stimulent l’activité microbienne et fongique et participent à la régulation du cycle des éléments minéraux du sol [EVERAERTS -POLL , 1985]. Même si leur action est indirecte, car en amont du véritable processus de minéralisation de la matière organique, les insectes jouent donc un rôle important dans la fertilisation des agrosystèmes et l’assimilation des nutriments par les plantes qui y poussent.

A gauche, larve détritivore de Diptère Tipulidae ( Tipula sp. ) recyclant la matière organique végétale en décomposition, à droite un Coléoptère nécrophage ( Nicrophorus vespillo ), participant à la disparition des charognes.

Enfin, plus encore que le recyclage de la matière végétale, les Coléoptères et les Diptères sont aussi les principaux acteurs de la dégradation de la matière organique animale, autrement dit des charognes et des excréments. Les pontes de Diptères effectuées dans les cadavres d’animaux (asticots), suivis de l’arrivée des cortèges de Coléoptères nécrophages (nécrophores et autres Silphidae, Staphylinidae, Histeridae, Dermestidae, certains Cleridae) assurent ainsi la disparition progressive de charognes qui pourraient être vecteurs d’agents pathogènes. De même, les excréments de la grande faune, qui couvre parfois de grandes surfaces dans les zones d’élevages, sont en grande partie recyclés par de nombreuses espèces de coprophages telles que les Diptères scatophages, les bousiers (Coléoptères Scarabaeoidea et Hydrophiloidea), les blattes ou même certains papillons de jours.

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II. MATERIEL ET METHODES

1.1 – Méthodologie de prospection

L’objectif étant de dresser des listes d’espèces les plus complètes possibles, il nous est paru nécessaire de multiplier les techniques de prospection et de piègeage. Chaque station a donc été équipée de trois types de pièges : des pièges d’interception de type Malaise (pièges SLAM), des pièges colorés jaunes et des pièges de type Barber. Par ailleurs, chaque passage sur les sites (environ bimensuel), a fait l’objet d’un fauchage au filet de la végétation herbacée, à l’aide d’un filet-fauchoir, le long d’un transect prédéfini et identique pour chaque station.

Ï Les pièges d’interception SLAM

Les pièges de type SLAM utilisés lors de cette étude (SLAM pour « Sand, Land and Air Malaise ») forment une nouvelle génération de pièges d’interception inspirée des traditionnelles tentes Malaise bidirectionnelles (du nom de son inventeur, René Malaise). Il s’agit de pièges multidirectionnels standardisés conçus pour capturer les insectes volant à proximité du sol ou de la végétation. D’une manière générale, qu’ils soient aériens ou installés au sol, les pièges d’interception présentent trois avantages majeurs :

- N’étant pas sélectifs, ils collectent un grand nombre de groupes d’insectes différents, offrant ainsi une assez bonne image des cortèges volant dans le milieu considéré (et dans une moindre mesure, des espèces « sauteuses » ainsi que des prédateurs attirés par le contenu du flacon de collecte et capables de l’atteindre).

- N’étant pas attractifs, ils permettent de s’assurer de l’indigénat des insectes sur le site (à la différence des pièges attractifs pouvant attirer des individus géographiquement très éloignés).

- Enfin, même si ce type de piégeage est moins efficace que le fauchage ou encore les pièges colorées, du moins d’un point de vue quantitatif, il permet généralement d’inventorier des taxa qu’il serait très difficile d’observer par d’autres méthodes (Diptères Syrphidae, Hyménoptères, Coléoptères saproxyliques, etc.). Les pièges Malaise sont en effet souvent à l’origine de découvertes d’espèces peu communes ou pour lesquelles il existe très peu de données. Ils constituent ainsi un précieux complément aux techniques classiques de prospection.

A la différence des tentes Malaise bidirectionnelles, les pièges SLAM présentent une symétrie radiale capable de collecter des insectes à 360°. Ils sont constitués de 4 parois de tissu semi-transparent disposées perpendiculairement autour d’un axe central. Ces parois sont fixées et tendues sur une structure rigide externe auto-portante, sur le modèle des tentes de camping de type « igloo » (rendant ce type de piège beaucoup plus facile à installer que les tentes Malaise traditionnelles). Le piège est ancré au sol par un certain nombre de piquets lui permettant de résister aux vents parfois importants se rencontrant dans les zones ouvertes de cultures.

Le principe de piégeage est le suivant : les insectes volants ayant une bonne vision du mouvement mais une faible acuité visuelle, ils ne distinguent pas les parois semi-transparentes du piège. Lorsqu’ils se heurtent à l’une d’entre elles, ils tentent d’éviter l’obstacle en remontant vers le sommet de la tente, étant d’autant plus attirés vers le haut que la partie supérieure du piège est de couleur blanche (évoquant le ciel). Guidés par leur phototropisme positif, les insectes leurrés s’engagent alors dans un conduit de tissu se rétrécissant et débouchant sur un double-flacon collecteur. Ce dernier est amovible et rempli d’un liquide de conservation saturé en sel.

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Inconvénient de la méthode : les pièges Malaise ayant une prise au vent importante, ils nécessitent d’être installés dans des zones relativement abritées et d’être bien ancrés au sol. Par ailleurs, leur grande taille et leurs couleurs contrastées les rendent visibles de loin et donc plus facilement susceptibles d’être enlevés ou vandalisés.

Nombre de pièges d’interception par station : 1

Ï Les pièges jaunes

Le piégeage chromatique est une technique se basant sur l’attirance des insectes pour certaines couleurs. Le bleu et le blanc peuvent donner des résultats intéressants chez les espèces sensibles à ces longueurs d’ondes, mais la couleur jaune reste de loin la plus efficace pour attirer les cortèges d’espèces butineuses à la recherche de nectar ou de pollen. Visibles de loin, les pièges jaunes seront confondus par les insectes avec des grandes fleurs ou des groupes de fleurs jaunes susceptibles de les nourrir. En se posant à la surface du liquide, les insectes couleront instantanément.

Les pièges jaunes utilisés sont des barquettes de forme rectangulaire en aluminium (25x20x8cm), peintes en jaune et remplies de liquide de conservation. Comme pour les pièges SLAM, ce liquide est composé d’eau saturée en sel dans laquelle est ajoutée une goutte de produit-vaisselle. Cette dernière supprime la tension superficielle du liquide afin que les insectes se noient plus rapidement. Le sel, quand à lui, ralentit la décomposition des prises, qui restent identifiables, et forme une croûte protégeant les insectes lors des fortes chaleurs estivales, lorsque toute l’eau du piège s’est évaporée. Par ailleurs, l’eau salée présente l’avantage de n’avoir aucun impact sur le milieu, à la différence des produits chimiques parfois utilisés dans certains protocoles. Cette technique permet de collecter de nombreux Diptères, Hyménoptères, Coléoptères et Hémiptères. Généralement très efficace, elle est cependant relativement destructrice d’abeilles sauvages pollinisatrices et doit par conséquent être utilisée avec parcimonie.

Inconvénient de la méthode : les pièges étant plus efficaces lorsqu’ils sont disposés en plein soleil, les insectes collectés baignant dans le liquide auront tendance à se décomposer plus rapidement, attirant assez rapidement des nuées de mouches et des insectes nécrophages et coprophages. Ils nécessitent donc d’être relevés assez régulièrement. Par ailleurs, étant facilement

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repérables au sol, les pièges jaunes en aluminium sont parfois percés ou dégradés par la grande faune (corneilles, sangliers), voire retirés par des promeneurs ne saisissant pas le caractère expérimental du dispositif. Ce type de piège présente enfin l’avantage d’être peu coûteux et facilement renouvelable (lors de cette étude, environ la moitié des pièges ont dû être remplacés).

Nombre de pièges jaunes par station : 3

Ï Les pièges Barber

Les pièges Barber ou « pièges-pots » ( pitfal traps chez les anglo-saxons) sont de simples gobelets plastiques de 20 cL, enterrés dans le sol jusqu’au bord supérieur afin de créer un puits dans lequel tomberont les insectes épigés. Pour faciliter le relevé des pièges, les gobelets sont enterrés par deux. Le gobelet supérieur est ainsi facilement ôté du sol, vidé de son contenu dans une passoire, puis réinstallé sans avoir à creuser de nouveau le substrat. Cette technique simple permet de collecter bon nombre de Coléoptères évoluant au sol, en particulier des prédateurs tels que des carabes (genre Carabus ), carabiques (autres Carabidae), des staphylins mais aussi

des coprophages et des nécrophages.

Afin de ne pas tuer de lézards, espèces protégées qui se retrouvent parfois piégés avec les insectes, les Barbers n’ont pas été remplis de liquide de conservation. Les quelques carabes et reptiles ayant été observés lors de cette étude ont ainsi pu être relâchés sains et saufs.

On précisera tout de même que cette méthode de piégeage, aussi simple soit-elle, présente globalement les mêmes inconvénients que les pièges jaunes : les gobelets sont susceptibles d’être pillés par les Corvidés, labourés par les sangliers et/ou les machines agricoles, ou encore repoussés par des taupes creusant leurs galeries (comme ce fut le cas à plusieurs reprises sur le site des Valencins à Saint-Caprais).

Nombre de pièges Barber par station : 3

Ï Le fauchage des herbacées et la prospection à vue

La majorité des invertébrés évoluant dans la végétation n’étant pas capable de voler, chaque relevé des pièges sur les sites (environ tous les 15 jours) a été complété par le fauchage d’un transect de la végétation herbacée présente à proximité des pièges. Quantitativement parlant, l’utilisation d’un filet-fauchoir est en effet la méthode la plus efficace, permettant de collecter un nombre considérable d’insectes, généralement phytophages. Le fauchage permet par ailleurs de sélectionner « au fond de la poche » les spécimens nécessitant d’être collectés pour être identifiés avec certitude (et de relâcher tous les autres). Plus large mais moins profond qu’un filet à papillons, le fauchoir possède une poche à fond plat très épaisse,

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conçue pour résister aux ronces et autres ligneux épineux. Afin d’obtenir des résultats comparables, chacune des bandes enherbées fauchées l’a été de manière identique : généralement en deux passages longitudinaux sur une surface équivalente de 50 m2 (environ 25 x 2 m).

Parallèlement, les insectes de grande taille observés le long des transects, mais échappant habituellement au filet, ont été identifiés à vue sur le terrain et inventoriés (papillons de jours, mantes, Orthoptères, etc.).

1.2 - Le choix des stations d’échantillonnage

Le nombre et le choix de l’emplacement des stations de piégeage résultent d’un compromis entre certaines contraintes imposées par le programme (budget, caractère privé des parcelles étudiées) et le souhait de mettre en place le protocole le plus pertinent possible d’un point de vue naturaliste. Les principaux éléments ayant abouti au choix des 3 stations décrites ci-après sont les suivants :

- La plus ou moins grande difficulté de trouver des propriétaires favorables au programme acceptant d’héberger les pièges sur leurs exploitations.

- La nécessité de disposer de stations éloignées les unes des autres et couvrant le territoire de la manière la plus homogène possible.

- Le souhait d’installer les trois stations en bordure de culture mais dans des contextes écologiques différents (afin de mesurer l’influence des milieux attenants sur la biodiversité de ces milieux de transition).

- L’opportunité d’installer les stations à proximité des trois ruchers déjà suivis, permettant ainsi d’éventuelles corrélations futures entre les résultats.

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Trois emplacements ont finalement été choisis sur les communes de Levet (entre les lieux-dits Louy et Montavelange), de Saint-Caprais (exploitation des Valencins) et du Subdray, sur le périmètre du Lycée agricole du Sollier (LEGTA), à proximité de l’exploitation-école (voir carte page précédente) :

Stations 1 : Louy / Montavelange, commune de Levet Localisation GPS : 46.943131991301954° N ; 2.3640212416648865° E

La station 1 est située sur la commune de Levet, au sud du territoire d’étude, sur l’exploitation de M. Benoît Colson (en réalité plus proche géographiquement du lieu-dit Montavelange que de la ferme de Louy). Le dispositif de piégeage a été installé le long d’un chemin séparant deux vastes zones de cultures intensives (Colza à l’ouest et Blé à l’est). Elément important du paysage, le chemin est lui- même bordé d’une haie, plantée par le propriétaire il y a une dizaine d’années, ce dernier ayant par ailleurs pour habitude de conserver une étroite bande enherbée non-fauchée ou fauchée tardivement. Dans ce contexte de monoculture a priori très peu favorable à la biodiversité, la présence de cette haie adulte et ce souci du fauchage tardif nous sont apparus intéressants pour tenter de mesurer l’impact de ces éléments linéaires sur la biodiversité locale.

Afin d’être fonctionnel dans quasiment toutes les directions, le piège SLAM a été installé au niveau d’une ouverture de la haie, l’objectif étant de récolter des insectes provenant aussi bien des deux cultures que de la haie elle-même. Les pièges jaunes et les pièges Barber ont été installés à proximité, le long de la haie, selon une disposition correspondant au transect prospecté au filet à chaque passage.

Intérêt du site : La station 1 étant très isolée et subissant une pression agricole importante, cette dernière constitue une bonne référence pour caractériser les cortèges d’espèces ubiquistes évoluant en marge des cultures intensives. Parallèlement, sa situation éloignée de tout habitat naturel était l’occasion de vérifier si une simple haie associée à une bande enherbée non fauchée avait un impact positif sur la biodiversité entomologique locale.

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A gauche, la station 1 au printemps (10/04/15), à droite en été (14/08/15) : deux vastes zones de cultures de Colza et de céréales sont séparées par une haie et une bande enherbée volontairement non fauchée.

Stations 2 : Les Valencins, commune de Saint-Caprais Localisation GPS : 46.986915659559735° N ; 2.316522002220154° E

La station 2 est située sur la commune de Saint-Caprais, à quelques kilomètre au nord de la station 1, au lieu-dit Les Valencins. Les pièges sont là aussi installés en marge d’une très vaste zone de culture (Colza et Tournesol), mais cette fois-ci en lisière d’un petit bois totalement isolé, probable relicte d’une ancienne zone forestière. La station ayant été installée au niveau d’une lisière exposée au nord / nord- ouest, le milieu est dans l’ensemble beaucoup plus frais et ombragé que celui de la station de Levet.

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Malgré la petite taille du boisement, ce dernier apparaît relativement dense et composé de nombreuses essences (chênes, frênes, érables, charmes, prunelliers, aubépines, ainsi que plusieurs conifères ornementaux sénescents de fort diamètre). Dans l’ensemble, le cœur du boisement comporte une quantité élévée de bois mort gisant au sol ou d’arbres très âgés restés sur pied, en particulier des chênes, laissant présager la présence sur le site d’un certain nombre d’insectes saproxyliques (parmi lesquelles pouvaient être découvertes des espèces patrimoniales). On notera enfin la présence d’un drain se déversant dans le sous-bois et créant localement une petite mare temporaire. Cet élément ajoute aux lieux un caractère humide favorable aux espèces hygrophiles et au développement des champignons, qui accélèrent la décomposition du bois et abritent eux aussi des cortèges d’insectes potentiellement remarquables.

La station 2 le 05/05/15, située entre un boisement isolé et des cultures s’étendant à perte de vue. Les zones labourées au nord (visibles sur les photos) sont destinées à la culture du Tournesol ; celles de l’autre côté du boisement à celle du Colza.

Intérêt du site : évaluer l’influence d’un milieu naturel relictuel (ici un boisement) sur les cortèges d’espèces évoluant en marge des cultures. Objectif secondaire : observer si un boisement isolé, de petite taille et subissant une forte pression anthropique peut conserver une biodiversité entomologique importante, notamment un fort potentiel saproxylique.

Stations 3 : Le Sollier (lycée agricole), commune du Subdray Localisation GPS : 47.01676910189744° N ; 2.303955852985382° E

La 3 ème station a été installée sur la commune du Subdray, au lieu-dit Le Sollier, à la périphérie sud-est du lycée agricole (LEGTA). Comme pour les deux autres stations, les pièges ont été disposés en bordure de cultures intensives, au niveau d’une petite pelouse calcaire relictuelle tout aussi isolée que le boisement de la station 2. Cette zone sèche et pierreuse, régulièrement pâturée par les moutons de la ferme-école, présente une végétation calcicole rase qui contraste avec les ourlets herbacés nitrophiles généralement rencontrées en lisière de culture.

Afin d’éviter que les moutons n’endommagent les pièges, ces derniers ont été regroupés sur un petit périmètre délimité par des piquets. Ils ont été disposés en triangle autour du piège Malaise, à la différence des deux autres stations sur lesquelles la disposition s’appuyait sur la composante linéaire du paysage. Le fauchage du transect de 50 m 2 n’a pas pu être effectué à proximité immédiate des pièges, la végétation y étant trop rase, mais dans les zones jouxtant les cultures un peu plus en amont.

Intérêt du site : Le choix de ce site nous a semblé pertinent à plusieurs égards. Comme pour la station 2, il offrait l’occasion de vérifier si l’entomofaune remarquable des pelouses calcaires pouvait se maintenir sur une si petite surface, dans un contexte ne présentant aucune continuité écologique avec d’autres habitats naturels. Plus globalement, le site offrait une opportunité supplémentaire de mesurer l’influence que peut jouer un milieu original sur la biodiversité des marges des cultures avoisinantes.

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Ci-dessus, la pelouse calcaire du Subdray, bordée par les cultures à l’est, une haie au sud, un bassin de rétention à l’ouest et un petit boisement au nord.

Les pièges ont été protégés du pâturage des moutons par des piquets reliés par des fils tendus (non electrifiés).

Ci-contre, les moutons n’étant présents que ponctuellement sur la pelouse, leur action ne semble pas avoir d’impact négatif sur la faune et la flore du site. Le paturâge extensif permet au contraire de maintenir une végétation rase et d’empêcher la fermeture progressive de la pelouse. Par ailleurs, il favorise la présence de certains insectes tels que les cortèges de coprophages.

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1.3 – Identification des espèces et groupes taxinomiques étudiés

Comme l’intitulé du programme « Ferme-Abeille-Biodiversité » le suggère, les deux principaux groupes ciblés lors de cette étude étaient les Hyménoptères et plus globalement les insectes volants susceptibles de jouer un rôle de pollinisateurs, en particulier les Diptères Syrphidae.

Si l’identification de l’Abeille domestique ne pose pas de problème particulier, celle des très nombreuses espèces d’ abeilles sauvages est souvent difficile, seule une poignée de spécialistes en France étant capables de déterminer avec certitude les 160 espèces d’ Andrena ou les près de 90 Nomada métropolitains (pour ne citer qu’eux). Par ailleurs, les seuls ouvrages d’identification parus couvrant le territoire hexagonal sont très anciens, et les nombreuses modifications taxinomiques les rendent aujourd’hui inutilisables. En attendant de futures publications de référence, la détermination à l’espèce des abeilles sauvages ne peut donc se faire qu’en recoupant des articles et des ouvrages élaborés pour les pays limitrophes tels que la Suisse (AMIET et al. ) ou la Belgique (travaux de TERZO & RASMONT ). Faute d’une connaissance exhaustive de la faune hyménoptérologique de la région, nous avons donc fait le choix de nous limiter à une détermination au rang générique des groupes les plus complexes, et de n’identifier au rang spécifique que les espèces pour lesquelles aucune confusion n’était possible.

Les syrphes , en revanche, ont tous été identifiés. Quel que soit le milieu, ce groupe est toujours très intéressant à étudier car il constitue un bon indicateur de la qualité des habitats. En effet, depuis quelques années la connaissance des exigences écologiques des syrphes a considérablement progressé. Alors que les adultes ont un mode de vie floricole très homogène, les larves se développent dans une extraordinaire diversité de milieux. Certaines espèces sont ubiquistes et très communes partout, tandis que d’autres sont intimement liées à un biotope précis, leur présence ou leur absence reflétant l’intégrité du milieu ou au contraire sa dégradation.

Tous les autres insectes collectés dans les pièges ou observés sur les transects ont été, dans la mesure du possible, identifiés au rang spécifique (Coléoptères, Hémiptères, Lépidoptères, Orthoptères, Odonates, Dermaptères, Dictyoptères ). Seuls les Diptères appartenant à des groupes complexes, parfois récoltés par centaines dans les pièges jaunes et les tentes Malaise, n’ont pas été déterminés faute de temps et de compétences (les effectifs ont cependant été comptabilisés à des fins statistiques). Les quelques araignées et cloportes piégés facilement identifiables ont eux aussi été notés et sont mentionnés à la fin des différentes listes d’insectes.

A chaque relevé des pièges, les insectes collectés sur les trois stations ont été ramenés en laboratoire pour être étudiés à fort grossissement à l’aide d’une loupe binoculaire (opération nécessitant parfois la dissection et l’étude des organes génitaux des spécimens). Les espèces remarquables et/ou celles dont l’identification est particulièrement difficile ont été préparées pour être conservées en collection. La conservation des insectes permet d’une part de pouvoir réexaminer ultérieurement un spécimen, d’autre part de disposer de matériel pouvant s’avérer utile lors des changements taxinomiques ou des révisions de groupes (par exemple après la découverte d’une espèce cryptique), les collections permettant ainsi de dresser rapidement une esquisse de la répartition respective des espèces jumelles fraîchement décrites. Lors de cette saison d’inventaire, les clés de détermination utilisées pour identifier les espèces collectées sont issues d’un certain nombre d’ouvrages et d’articles exhaustifs de référence. La plupart sont cités en annexe dans la partie « Eléments bibliographiques ».

La nomenclature taxinomique utilisée est celle de TAXREF / INPN, consultation 2015, en accord avec le Code International de Nomenclature Zoologique (4e édition, 1999).

Rappelons enfin que la taxinomie des êtres vivants évolue rapidement dans le temps, notamment depuis l’apport des études phylogénétiques. Cette dernière devrait par conséquent toujours être considérée comme un référentiel provisoire, ne reflétant que l’état des connaissances à une période donnée. Dans le cas du présent compte-rendu, qui s’appuie sur la version 2015 de Taxref, on signalera par exemple le cas de certaines familles de Coléoptères ayant disparu mais qui seront réhabilitées dans la version 2016 : les Dasytidae, Malachiidae sont ainsi inclus aux Melyridae et les Apionidae aux Brentidae. Cette « nouvelle ancienne » taxinomie sera prise en compte dans les futurs rapports.

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1.4 - Vocabulaire et indices de rareté

Le choix de qualifier ou non une espèce de « remarquable », voire de « patrimoniale », est un exercice relativement subjectif relevant parfois du manichéisme. Le terme de « remarquable » est employé ici au sens de « qui mérite / qui peut être remarqué ». Celui de « rareté », pourtant si usité, doit lui aussi être employé avec précaution. Il désigne en effet aussi bien des espèces extrêmement localisées (mais parfois abondantes localement) que des espèces à très large répartition mais rarement observées. Par ailleurs, un certain nombre de taxa considérés comme « rares » peuvent finalement s’avérer plus fréquents que ne le suggérait la littérature. Ceci est particulièrement vrai pour certaines espèces dont la distribution et l'écologie sont généralement peu connues, faute de pression de prospection suffisante ou de technique d’échantillonnage efficace. Au cours de cette étude, deux catégories d'espèces ont été considérées comme « remarquables » :

- les espèces ayant un statut particulier : Liste Rouge (NT, VU, EN, CR), espèces déterminantes ZNIEFF en région Centre-Val de Loire, déterminantes Trames Vertes et Bleues, espèces inscrites sur les annexes II et IV de la Directive européenne Habitat-Faune-Flore, espèce saproxylique dont l’indice de Brustel est supérieur ou égal à 4 (sur un maximum de 7), etc… sachant que certains taxa peuvent néanmoins demeurer assez communs malgré un statut de déterminant Znieff ou de « presque menacé » (NT) sur la Liste rouge régionale.

- les espèces qualifiées « à dire d’experts » de localisées, peu communes, assez rares, rares ou très rares dans la région (ouvrages ou articles de références, communications personnelles de spécialistes), ces termes imprécis étant employés ici avec toutes les précautions sémantiques qui s'imposent.

En outre, il convient de rappeler que la fréquence d’une espèce peut varier rapidement au cours du temps et selon les zones géographiques considérées. Certains taxa longtemps considérés comme peu communs, voire assez rares, peuvent par exemple s’avérer en forte expansion depuis quelques années. Par ailleurs, les statuts des listes rouges résultant nécessairement d’un compromis régional, une même espèce pourra se révéler relativement commune dans un secteur ou un département, mais beaucoup moins dans un autre.

Tous ces éléments doivent donc inciter à toujours garder une certaine prudence quant aux statuts des différentes espèces, a fortiori lorsqu’il s’agit de groupes tels que les Hyménoptères, les Diptères Syrphidae ou encore certains Hémiptères et Coléoptères, au sujet desquels les connaissances régionales actuelles restent encore très parcellaires.

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III. RÉSULTATS

3.1 – Bilan météorologique / calendrier des prospections

Quel que soit le groupe considéré, les conditions météorologiques saisonnières jouent un rôle majeur dans les variations d’effectifs des invertébrés observés chaque année. Dans l’ensemble, la saison 2015 s’est avérée plutôt favorable à l’observation des insectes. Après un mois de mars chaud et sec, des mois d’avril et de mai un peu plus humides et quelques jours caniculaires très précoces en juin, l’été fut globalement chaud et sec jusqu’en septembre (avec toutefois une météo assez variable et un temps parfois dégradé). Ces conditions favorables à l’activité des insectes, en particulier les espèces volantes, ont sans doute contribué au grand nombre d’individus collectés dans les pièges ou inventoriés lors des séances de fauchage. On notera cependant l’importante chute du niveau des nappes d’eau ayant eu lieu fin juillet, phénomène assez soudain qui pourrait avoir limité les observations d’espèces hygrophiles, voire aquatiques sur les trois stations.

Les pièges installés lors de cette étude fonctionnant en continu, la fréquence à laquelle ils sont relevés n’a que peu d’influence sur le nombre d’insectes qui seront finalement capturés. Toutefois, les individus baignant dans le liquide conservateur ayant tendance à se décomposer et à devenir difficiles à identifier à partir d’une vingtaine de jours, le choix a été fait de relever l’ensemble des pièges environ tous les 15 jours . Par ailleurs, les cortèges d’espèces évoluant sensiblement au cours de la belle saison, les relevés et prospection ont eu lieu lors de 12 passages échelonnés d’avril à septembre, soit un pas de temps suffisamment large pour couvrir la totalité des groupes d’insectes fréquentant les stations.

Tableau I - Calendrier des passages sur sites / relevés des pièges 08-IV-2015 20-V-2015 02-VII-2015 09-VIII-2015 20-IV-2015 03-VI-2015 16-VII-2015 24-VIII-2015 05-V-2015 19-VI-2015 28-VII-2015 18-IX-2015

En réalité, le 1 er passage du 08 avril ayant été consacré à l’installation des pièges, seul le fauchage du transect herbacé a fourni des données lors de cette date. A l’inverse, le dernier passage ayant été effectué sous une pluie battante et de violentes rafales interdisant tout fauchage, seules les données issues des pièges (démontés à cette occasion) ont finalisé cette campagne d’inventaire. Chaque station a donc fait l’objet de 11 relevés faisant suite à 2 semaines de piégeage, soit environ 22 semaines de collecte d’insectes en continu, complétées par 11 séances de fauchage de bandes herbacées.

3.2 – RÉSULTATS GÉNÉRAUX

Avant de détailler plus précisement les cortèges d’espèces collectées et les caractéristiques de chaque station, quelques chiffres généraux illustrent la relative efficacité des dispositifs de piégeage mis en place. A l’issu de cette 1 ère campagne d’inventaire, 21409 spécimens d’insectes ont été collectés (21788 arthropodes si l’on compte les quelques araignées, tiques, opilions ou encore cloportes capturés). Parmi ce matériel conséquent, seule la moitié des individus a été indentifiée, le reste étant composé essentiellement de diptères (mouches, moucherons) et de petits Hyménoptères appartenant à des groupes difficiles. Faute de temps et de compétence, ces nombreux individus ont simplement été dénombrés afin de ne pas fausser les statistiques quantitatives.

Après identification et synthèse, le nombre total de taxa inventoriés sur les trois stations s’élève à 606 espèces d’insectes et 46 autres arthropodes (pour l’essentiel des araignées, voir tableau II). En termes d’effectifs, les trois ordres les plus représentés sont, par ordre décroissant : les Diptères, les Coléoptères et les Hyménoptères. En revanche, les deux groupes présentant la plus grande biodiversité spécifique sont de loin les Coléoptères (316 espèces) et les Hémiptères (162 espèces). Ces résultats sont conformes à ce qui est observé lors de la majorité des inventaires entomologiques, les Coléoptères représentant à eux seuls près du tiers de la diversité animale de nos régions.

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Tableau II. Résultats généraux des collectes 2015 sur l’ensemble du territoire

Nb d'individus Nb d'espèces Remarques espèces Coléoptères 6027 316 Hémiptères 988 162 dont 118 Hétéroptères Diptères 9027 38 dont 21 Syrphidae Lépidoptères 192 30 Hyménoptères 4961 26 Orthoptères 105 21 Autres ordres d'insectes 109 13 Autres arthropodes 379 46 dont 38 Araneae

TOTAL insectes 21409 606 TOTAL arthropodes 21788 652

Coléoptères Hémiptères Diptères Lépidoptères Hyménoptères Orthoptères Autres insectes Autres arthropodes

0 1000 2000 3000 4000 5000 6000 7000 8000 9000 10000

Fig 1. Représentativité des différents ordres en nombre d’individus collectés.

350

300

250

200

150

100

50

0

Coléoptères Hémiptères Diptères Lépidoptères Hyménoptères Orthoptères Autres insectes Autres arthropodes

Fig 2. Diversité spécifique des différents ordres observés (en nombre d’espèces).

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3.3 - STATION 1 : LEVET (LOUY)

3.3.1 - Résultats / Discussion

Le dispositif de piègeage installé sur la station 1 a permis de collecter 9408 individus appartenant à l’ordre des insectes et 89 à d’autres groupes d’arthropodes. Au final, 308 espèces d’insectes ont pu être identifiées (328 espèces d’arthropodes) au cours de cette 1 ère saison d’inventaire.

Tableau III. Résultats des collectes effectuées sur la station 1 (Levet) Nb d'individus Nb d'espèces Remarques espèces Coléoptères 2482 157 Hémiptères 384 84 dont 66 Hétéroptères Diptères 3961 26 dont 16 Syrphidae Hyménoptères 2425 17 Lépidoptères 82 13 Orthoptères 9 6 Autres ordres d'insectes 65 5 Autres arthropodes 89 20 dont 17 Araneae

TOTAL insectes 9408 308 TOTAL arthropodes 9497 328

Ces résultats traduisent non seulement une présence importante des insectes sur le site, au moins en termes d’effectifs, mais aussi une diversité spécifique qu’il était difficile de soupçonner au regard du contexte agricole environnant la station.

Si l’on étudie plus en détail la liste des espèces contactées et leurs écologies respectives, il apparaît que la majorité d’entre elles sont caractéristiques des milieux herbacées, des bords de cultures et plus généralement des habitats ouverts. C’est le cas d’un grand nombre de Coléoptères phytophages et d’Hémiptères (punaises et cicadelles), qui semblent évoluer pour l’essentiel dans la bande enherbée maintenue non fauchée à la belle saison. Ce corridor de hautes herbes, qui atteint par endroit 80 cm de haut à la fin de l’été, semble constituer le principal réservoir de biodiversité entomologique du secteur.

Parallèlement, on notera la proportion non négligeable d’espèces arboricoles ou typiques des strates arbustives, se rencontrant habituellement au niveau des fruticées ou des ourlets de ligneux. La présence de ces insectes peut assurément être attribuée à la haie , qui longe elle aussi le chemin et sépare les deux zones de cultures. Malgré son étroitesse, cette dernière semble former une continuité écologique fonctionnelle et enrichir les lieux en espèces auxiliaires bénéfiques aux cultures. Ainsi, ont été inventoriés des chrysopes (sensu lato) arboricoles (Chrysoperla carnea, Micromus angulatus ) dont les larves sont des prédateurs efficaces de divers ravageurs, Pipizella viduata , un syrphe pollinisateur typique des zones boisées et des haies, ou encore une Figure 3. Proportion des différents ordres inventoriés sur la station 1.

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espèce de carabe d’affinité forestière, Carabus violaceus , grand prédateur de mollusques et donc excellent auxiliaire des cultures.

Si les insectes cités précédemment proviennent sans aucun doute de la bande herbacée et de la haie, représentant la majorité de la diversité entomologique de la station, quelques espèces liées aux cultures elles-mêmes ont cependant été collectées, généralement en grand nombre. C’est particulièrement vrai pour certaines espèces de Coléoptères liés au Colza – cultivé de manière intensive à l’ouest de la haie – qui ont été parfois observées par centaines d’individus lors d’un même relevé : essentiellement des altises ( Psylliodes chrysocephala , Phyllotreta spp.), des méligèthes ( Meligethes aeneus ) et des charançon ( Ceutorhynchus spp., Melanobaris laticollis ). La prolifération de certaines de ces espèces est la conséquence directe du « banquet » que représentent de telles surfaces de leur plante-hôte.

3.3.2 - Les espèces remarquables

Avec plus de 300 espèces d’insectes inventoriées en une saison, l’entomofaune évoluant sur la station de Levet est sans conteste diversifiée et, comme nous le verrons par la suite, tout aussi variée que les deux autres stations en termes de biodiversité spécifique. Néanmoins, les cortèges révélés par cette étude demeurent dans l’ensemble relativement communs et les espèces ubiquistes constituent l’essentiel de la liste finale. Toutefois, parmi les quelques taxa peu banales contactés sur le site, 4 espèces peuvent être qualifiées de remarquables (en gras dans le tableau). Chacune d’entre elles fait l’objet d’une fiche descriptive dans les pages qui suivent :

Ordre Famille Espèce DZ LR ADE Remarques

Coleoptera Buprestidae Ptosima undecimmaculata DZ assez rare méridional arboricole Coleoptera Chrysomelidae Cryptocephalus rugicollis peu commun méridional Coleoptera Coccinellidae Rhyzobius lophanthae assez rare ? invasif en expansion Coleoptera Elateridae Athous campyloides peu commun en expansion ? Hemiptera Coreidae Arenocoris waltlii assez rare xérophile sur Erodium Hemiptera Miridae Phytocoris parvulus assez rare sur genévriers (et thuyas) Hemiptera Thyreocoridae Thyreocoris scarabaeoides peu commun difficile à observer

On remarquera qu’un certain nombre des espèces citées ci-dessus sont considérées comme avant tout méridionales ( Ptosima undecimmaculata, Cryptocephalus rugicollis, Phytocoris parvulus ) ou ayant une prédilection pour les terrains rudéraux secs et bien ensoleillés ( Arenocoris waltlii ). Beaucoup plus communes dans la région, certaines petites punaises appartenant à la famille des Lygaeideae (Megalonotus spp., Metopoplax dimitoides, Nysius helveticus ), Miridae ( Miridius quadrivirgatus ) ou encore Alydidae ( Camptopus lateralis ) sont des espèces clairement xérophiles, autant d’indices illustrant le caractère relativement sec et bien exposé de la station de Levet. A l’inverse, les espèces hygrophiles vivant à proximité de l’eau, comme le staphylin Paederus littoralis , se sont avérées très rares sur le site. On notera par exemple qu’aucun odonate, même erratique, n’a été aperçu en six mois de prospection (malgré l’installation par le propriétaire de petits points d’eau au pied de la haie).

D’un point de vue qualitatif, avec seulement 1,3 % d’espèces remarquables et aucune véritablement rare, il apparaît difficile de contester le fait que la faune caractérisée sur cette station est globalement commune, voire banale. Cependant, une seule saison de prospection ne permettant que de tirer des conclusions partielles, le site conserve probablement un potentiel entomologique qui pourrait encore révéler de belles surprises lors des futures saisons de prospection.

Il n’en demeure pas moins que, si les espèces inventoriées sont pour la plupart communes, les cortèges d’insectes présents sur le site demeurent considérablement plus diversifiés que ne le laissaient suggérer les lieux au premier abord. Cette importante biodiversité apparaît comme la conséquence directe des mesures mises en place par le propriétaire il y a près d’une décennie, au moment de la plantation de la haie, et perpetuées chaque année le long de ses parcelles (via la conservation d’une bande enherbée non fauchée ou fauchée tardivement).

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Ptosima undecimmaculata (Herbst, 1784) Syn. : Ptosima flavoguttata (Illiger, 1803)

Statut : espèce déterminante ZNIEFF assez rare et localisée dans le Centre. BINON (2005) la qualifie de « très localisée dans la région ».

Distribution : Cette espèce méridionale est commune dans le sud du pays mais elle se raréfie considérablement dans la moitié nord de la France. Dans la région, l’espèce n’est citée que de quelques stations, principalement dans le Cher, notamment à Marmagne |LESIMPLE & PERU , 2000] et à Dun-sur-Auron [B INON , 2005]. Elle est aussi connue du bocage de Noirlac (CALMONT / INPN, 2012) et du Val de Loire berrichon (GRESSETTE / INPN, 2003).

Description / confusion possible : Aucune confusion possible pour cette espèce, même si l’ampleur des taches jaunes peut être très variable (celles du pronotum et du front qui peuvent notamment être absentes). Le dessus de l’insecte est brillant, pubescent et densément ponctué. Taille : 7 - 13 mm.

Biologie / écologie : Les larves xylophages de Ptosima 11-maculata vivent aux dépens des Rosacées arborescentes, essentiellement sur les pruneliers et les aubépines, mais elles peuvent aussi être observées sur divers arbres fruitiers. Les larves se développent pendant 2 à 3 ans dans l’aubier des troncs et dans les branches moyennes à grosses des ligneux. Elles effectuent leur mue imaginale à la fin de l’été, avant de passer l’hiver à l’état adulte en loge. Les éclosions auront lieu au printemps suivant, généralement en mai, les individus creusant alors un trou de sortie de forme circulaire et attendant les conditions favorables pour prendre leur essor [SCHAEFER , 1949]. Cette espèce thermophile recherche les lieux ensoleillés bien exposés. Les adultes peuvent s’observer jusqu’au mois de juillet, exceptionnellement jusqu’au mois d’août.

Menaces : bien qu’assez rare, l’espèce n’est pas menacée dans la région et probablement en expansion vers le nord (profitant sans doute du réchauffement climatique).

Abondance sur le site : 1 seul individu observé sur une branche basse d’un prunelier de la haie.

Rhyzobius lophanthae (Blaisdell, 1892) Syn. : Lindorus lophanthae (Blaisdell, 1892)

Statut : espèce invasive nouvelle pour le Cher .

Distribution : Cette espèce d’origine australienne a été importée en Californie à la fin du XIXe s. à des fins de lutte biologique contre une cochenille. Elle fut ensuite introduite en Italie au début du XXe s., puis colonisa le sud de la France une cinquantaine d’années plus tard. Dans le Centre, R. lophanthae ne fut observée pour la 1 ère fois qu’en 2003 dans le Loiret [SECCHI in CLOUPEAU & DURAND , 2010] [CLOUPEAU & MOUQUET , 2010]. Dans le Cher, à notre connaissance (données bibliographiques et bases de données), l’espèce n’avait encore jamais été signalée du département.

Description / confusion possible : Petite coccinelle aux élytres noirs et l’avant-corps rougeâtre, très velue et présentant une pilosité double (des soies couchées ondulantes et des soies raides dressées visibles de profil). Le dessous du corps et les pattes sont testacées et les élytres présentent un net reflet métallique. La pilosité caractéristique rend l’espèce difficile à confondre avec un autre Scymninae. Taille : 2.7 - 3.9 mm.

Biologie / écologie : En milieu semi-naturel, Rhyzobius lophanthae se développe essentiellement sur les genévriers. Il existe cependant de nombreuses observations de l’espèce en milieux anthropiques, notamment sur les haies de Thuya, sur lesquelles elle se nourrit de cochenilles. La reproduction de l’espèce dans la région a récemment été prouvée [CLOUPEAU , 2012 in DURAND et al ., 2015].

Menaces : Espèce encore très localisée, mais en expansion et donc aucunement menacée dans la région.

Abondance sur le site : Un seul individu collecté à la tente Malaise.

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Arenocoris waltlii (Herrich-Schäffer, 1834)

Statut : statut à préciser mais semble assez rare .

Distribution : espèce paléarctique présente dans toute la France, à l’exception peut-être de la pointe de la Bretagne, mais semble assez rare partout [MOULET , 1995]. Il est cependant probable que le peu de données existantes soit en partie dû à un défaut de prospection ciblé. A notre connaissance, il ne s’agit que de la deuxième mention de l’espèce en région Centre-Val de Loire, cette dernière ayant déjà été observée dans le Loiret (CHAPELIN -VISCARDI comm. pers., 2010).

Description / confusion possible : Identification peu évidente pour le néophyte. Arenocoris waltlii est très proche d’ A. falleni , beaucoup plus commune, dont elle se distingue par la présence sur la tête de longues épines subaiguës, de tubercules antennifères rectilignes vers l’avant et par l’article III des antennes nettement denticulé. Taille : 7 - 8 mm.

Biologie / écologie : L’espèce serait liée à une unique plante-hôte : le Bec de Grue (Erodium cicutarium ), un petit géranium rudéral poussant sur les terrains pauvres. Elle a toutefois déjà été mentionnée sur Genêt-à-balais, trèfles divers, Callune et Serpolet. Le cycle annuel est univoltin, les adultes ayant hiverné apparaissant dès le printemps et la nouvelle génération au cours de l’été. Comme les espèces proches, Arenocoris waltlii évolue presque exclusivement au sol et apprécie les milieux secs et bien ensoleillés.

Menaces : la plante-hôte étant une adventice, l’insecte n’est sans doute pas menacé dans la région. Il convient néanmoins d’éviter localement l’arrachage mécanique de la plante et surtout l’emploi d’herbicides / insecticides.

Abondance sur le site : 1 seul individu collecté au piège Malaise (+ 2 ex sur la station du Subdray).

Phytocoris parvulus Reuter, 1880

Statut : sans doute encore assez rare mais probablement en expansion via les plantations ornementales (thuyas, cyprès).

Distribution : La distribution précise de Phytocoris parvulus en France reste à préciser mais l’espèce est sans doute aujourd’hui répandue dans la majeure partie du pays. Cette espèce centro-méditerranéenne était encore inconnue en France dans les années 1960 [WAGNER & WEBER , 1962], puis signalée dans le Var et les Pyrénées-Orientales [EHANNO , 1987], pour enfin être rapidement détectée en Seine-Saint-Denis [MATOCQ , 1993] puis à Paris [INGLEBERG , 2003]. Plus récemment, l’espèce a été capturée en région Centre-Val de Loire à Bléré, sur Genévrier [D AMOISEAU in SALLE coord., 2011].

Description / confusion possible : Les Phytocoris forment un groupe complexe qui nécessitent bien souvent l’étude des pièces génitales pour une identification certaine. P. parvulus se distingue toutefois par sa petite taille, sa tête tachetée de rougeâtre, l’article I des antennes plus court que la largeur de la tête, la présence d’anneaux obscurs seulement sur les tibias antérieurs et d’une tache obscure dans la partie postérieure de la corie. Taille : 3.5 - 4.5 mm.

Biologie / écologie : Originaire d’Europe de l’Est et d’Italie, cette espèce est en théorie inféodée aux genévriers et très rare en France depuis son introduction. Cependant, comme un certain nombre d’insectes vivant sur la même plante-hôte, Phytocoris parvulus semble s’être récemment accommodé des Cupressaceae ornementaux plantés en grand nombre depuis quelques décennies, tels que les thuyas ou les cyprès. L’espèce s’est donc vue progresser très rapidement vers le nord à la faveur des haies, parcs et jardins privés. L’espèce s’observe de juillet à août et il n’y a qu’une génération par an.

Menaces / Mesures de gestion : Espèce encore très localisée mais en expansion, non menacée dans la région.

Abondance sur le site : Un seul individu collecté au piège Malaise. La présence de l’espèce pourrait avoir pour source les importantes populations de génévriers présentes non loin (Chaumes du Patouillet à Lunery), les insectes se propageant ensuite via les plantations de thuyas présentes à proximité.

FERME-ABEILLE-BIODIVERSITE – Rapport d’activité CERCOPE, 2015 - 24 -

3.2.3 - Liste totale des espèces observées sur la station 1 de Levet :

ORDRE FAMILLE ESPECE DESCRIPTEUR

Blattodea Blattellidae Ectobius vinzi Maurel, 2012 Coleoptera Anthicidae Anthicus antherinus (Linnaeus, 1761) Coleoptera Anthicidae Notoxus monoceros (Linnaeus, 1760) Coleoptera Attelabidae Rhynchites auratus (Scopoli, 1763) Coleoptera Attelabidae Tatianaerhynchites aequatus (Linnaeus, 1767) Coleoptera Brentidae Ischnopterapion loti (W. Kirby, 1808) Coleoptera Brentidae Protapion apricans (Herbst, 1797) Coleoptera Brentidae Protapion fulvipes (Geoffroy, 1785) Coleoptera Brentidae Protapion nigritarse (W. Kirby, 1808) Coleoptera Buprestidae Ptosima undecimmaculata (Herbst, 1784) Coleoptera Cantharidae Cantharis fusca Linnaeus, 1758 Coleoptera Cantharidae Cantharis lateralis Linnaeus, 1758 Coleoptera Cantharidae Cantharis rustica Fallén, 1807 Coleoptera Cantharidae Rhagonycha fulva (Scopoli, 1763) Coleoptera Cantharidae Rhagonycha nigriventris Motschulsky, 1860 Coleoptera Carabidae Amara aulica (Panzer, 1797) Coleoptera Carabidae Amara ovata (Fabricius, 1792) Coleoptera Carabidae Amara similata (Gyllenhal, 1810) Coleoptera Carabidae Anchomenus dorsalis (Pontoppidan, 1763) Coleoptera Carabidae Badister bullatus (Schrank, 1798) Coleoptera Carabidae Brachinus elegans Chaudoir, 1842 Coleoptera Carabidae Brachinus explodens Duftschmid, 1812 Coleoptera Carabidae Calathus cinctus Motschulsky, 1850 Coleoptera Carabidae Calathus fuscipes (Goeze, 1777) Coleoptera Carabidae Carabus violaceus Linnaeus, 1758 Coleoptera Carabidae Demetrias atricapillus (Linnaeus, 1758) Coleoptera Carabidae Harpalus affinis (Schrank, 1781) Coleoptera Carabidae Harpalus dimidiatus (P. Rossi, 1790) Coleoptera Carabidae Leistus spinibarbis (Fabricius, 1775) Coleoptera Carabidae Nebria brevicollis (Fabricius, 1792) Coleoptera Carabidae Nebria salina Fairmaire & L., 1854 Coleoptera Carabidae Notiophilus biguttatus (Fabricius, 1779) Coleoptera Carabidae Ophonus azureus (Fabricius, 1775) Coleoptera Carabidae Poecilus cupreus (Linnaeus, 1758) Coleoptera Carabidae Pseudoophonus rufipes (De Geer, 1774) Coleoptera Carabidae Syntomus impressus (Dejean, 1825) Coleoptera Carabidae Syntomus obscuroguttatus (Duftschmid, 1812) Coleoptera Carabidae Trechus quadristriatus (Schrank, 1781) Coleoptera Cerambycidae Grammoptera ruficornis (Fabricius, 1781) Coleoptera Cerambycidae Leptura aurulenta Fabricius, 1792 Coleoptera Chrysomelidae Altica oleracea (Linnaeus, 1758)

FERME-ABEILLE-BIODIVERSITE – Rapport d’activité CERCOPE, 2015 Coleoptera Chrysomelidae Bruchidius varius (Olivier, 1795) Coleoptera Chrysomelidae Bruchus luteicornis Illiger, 1794 Coleoptera Chrysomelidae Bruchus pisorum (Linnaeus, 1758) Coleoptera Chrysomelidae Bruchus signaticornis Gyllenhal, 1833 Coleoptera Chrysomelidae Chaetocnema concinna (Marsham, 1802) Coleoptera Chrysomelidae Clytra laeviuscula Ratzeburg, 1837 Coleoptera Chrysomelidae Cryptocephalus aureolus Suffrian, 1847 Coleoptera Chrysomelidae Cryptocephalus bipunctatus (Linnaeus, 1758) Coleoptera Chrysomelidae Cryptocephalus hypochaeridis (Linnaeus, 1758) Coleoptera Chrysomelidae Cryptocephalus moraei (Linnaeus, 1758) Coleoptera Chrysomelidae Cryptocephalus rugicollis G. A. Olivier, 1791 Coleoptera Chrysomelidae Epitrix pubescens (Koch, 1803) Coleoptera Chrysomelidae Hypocassida subferruginea (Schrank, 1776) Coleoptera Chrysomelidae Longitarsus dorsalis (Fabricius, 1781) Coleoptera Chrysomelidae Longitarsus flavicornis (Stephens, 1831) Coleoptera Chrysomelidae Longitarsus jacobaeae (Waterhouse, 1858) Coleoptera Chrysomelidae Longitarsus luridus (Scopoli, 1763) Coleoptera Chrysomelidae Longitarsus melanocephalus (De Geer, 1775) Coleoptera Chrysomelidae Oulema duftschmidi (Redtenbacher, 1874) Coleoptera Chrysomelidae Oulema gallaeciana (Heyden, 1879) Coleoptera Chrysomelidae Oulema melanopus (Linnaeus, 1758) Coleoptera Chrysomelidae Phyllotreta atra (Fabricius, 1775) Coleoptera Chrysomelidae Phyllotreta consobrina (Curtis, 1837) Coleoptera Chrysomelidae Phyllotreta cruciferae (Goeze, 1777) Coleoptera Chrysomelidae Phyllotreta undulata Kutschera, 1860 Coleoptera Chrysomelidae Podagrica fuscicornis (Linnaeus, 1766) Coleoptera Chrysomelidae Psylliodes chrysocephalus (Linnaeus, 1758) Coleoptera Chrysomelidae Psylliodes cupreus (Koch, 1803) Coleoptera Chrysomelidae Sphaeroderma rubidum (Graëlls, 1858) Coleoptera Cleridae Trichodes alvearius (Fabricius, 1792) Coleoptera Coccinellidae Coccinella septempunctata Linnaeus, 1758 Coleoptera Coccinellidae Harmonia axyridis (Pallas, 1773) Coleoptera Coccinellidae Hippodamia variegata (Goeze, 1777) Coleoptera Coccinellidae Platynaspis luteorubra (Goeze, 1777) Coleoptera Coccinellidae Propylea quatuordecimpunctata (Linnaeus, 1758) Coleoptera Coccinellidae Psyllobora vigintiduopunctata (Linnaeus, 1758) Coleoptera Coccinellidae Rhyzobius lophanthae (Blaisdell, 1892) Coleoptera Coccinellidae Scymnus frontalis (Fabricius, 1787) Coleoptera Coccinellidae Scymnus pallipediformis Günther, 1958 Coleoptera Coccinellidae Scymnus rubromaculatus (Goeze, 1778) Coleoptera Coccinellidae Tytthaspis sedecimpunctata (Linnaeus, 1758) Coleoptera Coccinellidae Vibidia duodecimguttata (Poda, 1761) Coleoptera Cryptophagidae Atomaria sp. Stephens, 1829 Coleoptera Cryptophagidae Ephistemus globulus (Paykull, 1798) Coleoptera Curculionidae Anthonomus rubi (Herbst, 1795)

FERME-ABEILLE-BIODIVERSITE – Rapport d’activité CERCOPE, 2015 Coleoptera Curculionidae Aulacobaris coerulescens (Scopoli, 1763) Coleoptera Curculionidae Ceutorhynchus napi Gyllenhal, 1837 Coleoptera Curculionidae Ceutorhynchus obstrictus (Marsham, 1802) Coleoptera Curculionidae Ceutorhynchus pallidactylus (Marsham, 1802) Coleoptera Curculionidae Ceutorhynchus picitarsis Gyllenhal, 1837 Coleoptera Curculionidae Curculio glandium Marsham, 1802 Coleoptera Curculionidae Donus zoilus (Scopoli, 1763) Coleoptera Curculionidae Glocianus punctiger (C. R. Sahlberg, 1835) Coleoptera Curculionidae Limobius borealis (Paykull, 1792) Coleoptera Curculionidae Lixus ochraceus Boheman, 1843 Coleoptera Curculionidae Magdalis armigera (Geoffroy, 1785) Coleoptera Curculionidae Mecinus labilis (Herbst, 1795) Coleoptera Curculionidae Mecinus pyraster (Herbst, 1795) Coleoptera Curculionidae Orchestes pilosus (Fabricius, 1781) Coleoptera Curculionidae Orchestes quercus (Linnaeus, 1758) Coleoptera Curculionidae Phyllobius oblongus (Linnaeus, 1758) Coleoptera Curculionidae Polydrusus formosus (Mayer, 1779) Coleoptera Curculionidae Polydrusus impressifrons Gyllenhal, 1834 Coleoptera Curculionidae Polydrusus prasinus Olivier, 1790 Coleoptera Curculionidae Rhinocyllus conicus (Froelich, 1792) Coleoptera Curculionidae Sitona lineatus (Linnaeus, 1758) Coleoptera Curculionidae Sitona macularius (Marsham, 1802) Coleoptera Curculionidae Tanymecus palliatus (Fabricius, 1787) Coleoptera Curculionidae Zacladus exiguus (Olivier, 1807) Coleoptera Dermestidae Dermestes mustelinus Erichson, 1846 Coleoptera Elateridae Adrastus rachifer (Geoffroy in F., 1785) Coleoptera Elateridae Agriotes gallicus L. in B. & L., 1835 Coleoptera Elateridae Agriotes sputator (Linnaeus, 1758) Coleoptera Elateridae Athous bicolor (Goeze, 1777) Coleoptera Elateridae Athous campyloides Newman, 1833 Coleoptera Elateridae Athous haemorrhoidalis (Fabricius, 1801) Coleoptera Elateridae Cidnopus pilosus (Leske, 1785) Coleoptera Hydrophilidae Helophorus obscurus Mulsant, 1844 Coleoptera Hydrophilidae Sphaeridium lunatum Fabricius, 1792 Coleoptera Latridiidae Cortinicara gibbosa (Herbst, 1793) Coleoptera Leiodidae Choleva angustata (Fabricius, 1781) Coleoptera Leiodidae Leiodes politus (Marsham, 1802) Coleoptera Leiodidae Ptomaphagus sericatus (Chaudoir, 1845) Coleoptera Melyridae Dasytes caeruleus (De Geer, 1774) Coleoptera Melyridae Dasytes plumbeus (Müller, 1776) Coleoptera Melyridae Malachius bipustulatus (Linnaeus, 1758) Coleoptera Melyridae Psilothrix viridicoerulea (Geoffroy, 1785) Coleoptera Mordellidae Mordella Linnaeus, 1758 Coleoptera Mordellidae Mordellistena neuwaldeggiana (Panzer, 1796) Coleoptera Mordellidae Mordellistena variegata (Fabricius, 1798)

FERME-ABEILLE-BIODIVERSITE – Rapport d’activité CERCOPE, 2015 Coleoptera Nitidulidae Meligethes aeneus (Fabricius, 1775) Coleoptera Oedemeridae Oedemera lurida (Marsham, 1802) Coleoptera Oedemeridae Oedemera nobilis (Scopoli, 1763) Coleoptera Phalacridae Olibrus affinis (Sturm, 1807) Coleoptera Phalacridae Olibrus flavicornis (Sturm, 1807) Coleoptera Phalacridae Stilbus testaceus (Panzer, 1797) Coleoptera Ptinidae Anobium punctatum (De Geer, 1774) Coleoptera Scarabaeidae Onthophagus joannae Goljan, 1953 Coleoptera Scarabaeidae Onthophagus ovatus (Linnaeus, 1767) Coleoptera Scarabaeidae Oxythyrea funesta (Poda, 1761) Coleoptera Scarabaeidae Valgus hemipterus (Linnaeus, 1758) Coleoptera Scraptiidae Anaspis melanopa (Forster, 1771) Coleoptera Silphidae Nicrophorus interruptus Stephens, 1830 Coleoptera Staphylinidae Drusilla canaliculata (Fabricius, 1787) Coleoptera Staphylinidae Paederus littoralis Gravenhorst, 1802 Coleoptera Staphylinidae Philonthus carbonarius (Gravenhorst, 1802) Coleoptera Staphylinidae Philonthus cognatus Stephens, 1832 Coleoptera Staphylinidae Philonthus concinnus (Gravenhorst, 1802) Coleoptera Staphylinidae Philonthus corruscus (Gravenhorst, 1802) Coleoptera Staphylinidae Philonthus varians (Paykull, 1789) Coleoptera Staphylinidae Platystethus nitens (C. Sahlberg, 1832) Coleoptera Staphylinidae Quedius semiobscurus (Marsham, 1802) Coleoptera Staphylinidae Rugilus similis (Erichson, 1839) Coleoptera Staphylinidae Tachyporus atriceps Stephens, 1832 Coleoptera Staphylinidae Tachyporus hypnorum (Fabricius, 1775) Coleoptera Staphylinidae Xantholinus linearis (Olivier, 1795) Coleoptera Throscidae Trixagus dermestoides (Linnaeus, 1766) Dermaptera Forficulidae Forficula auricularia Linnaeus, 1758 Diptera Calliphoridae Lucilia sp. Robineau-D., 1830 Diptera Conopidae Sicus ferrugineus (Linnaeus, 1761) Diptera Platystomatidae Platystoma seminationis (Fabricius, 1775) Diptera Sciomyzidae Trypetoptera punctulata (Scopoli, 1763) Diptera Stratiomyidae Chloromyia formosa (Scopoli, 1763) Diptera Syrphidae Cheilosia latifrons (Zetterstedt, 1843) Diptera Syrphidae Cheilosia pagana (Meigen, 1822) Diptera Syrphidae Episyrphus balteatus (De Geer, 1776) Diptera Syrphidae Eristalis similis (Fallén, 1817) Diptera Syrphidae Eristalis tenax (Linnaeus, 1758) Diptera Syrphidae Eumerus sp. Meigen, 1822 Diptera Syrphidae Eupeodes corollae (Fabricius, 1794) Diptera Syrphidae Eupeodes luniger (Meigen, 1822) Diptera Syrphidae Melanostoma mellinum (Linnaeus, 1758) Diptera Syrphidae Melanostoma scalare (Fabricius, 1794) Diptera Syrphidae Pipizella viduata (Linnaeus, 1758) Diptera Syrphidae Sphaerophoria scripta (Linnaeus, 1758)

FERME-ABEILLE-BIODIVERSITE – Rapport d’activité CERCOPE, 2015 Diptera Syrphidae Syrphus ribesii (Linnaeus, 1758) Diptera Syrphidae Xanthogramma dives (Rondani, 1857) Diptera Syrphidae Xanthogramma pedissequum (Harris, 1776) Diptera Syrphidae Xylota segnis (Linnaeus, 1758) Diptera Tachinidae Cylindromyia Meigen, 1803 Diptera Tachinidae Gymnosoma Meigen, 1803 Diptera Tephritidae Tephritis neesii (Meigen, 1830) Diptera Tephritidae Urophora jaceana (Hering, 1935) Diptera Tipulidae Nephrotoma appendiculata (Pierre, 1919) Hemiptera Alydidae Camptopus lateralis (Germar, 1817) Hemiptera Anthocoridae Anthocoris nemoralis (Fabricius, 1794) Hemiptera Anthocoridae Orius niger (Wolff, 1811) Hemiptera Aphrophoridae Aphrophora alni (Fallén, 1805) Hemiptera Aphrophoridae Lepyronia coleoptrata (Linnaeus, 1758) Hemiptera Aphrophoridae Neophilaenus lineatus (Linnaeus, 1758) Hemiptera Aphrophoridae Philaenus spumarius (Linnaeus, 1758) Hemiptera Cercopidae Cercopis vulnerata Rossi, 1807 Hemiptera Cicadellidae Anoscopus albifrons (Linnaeus, 1758) Hemiptera Cicadellidae Aphrodes bicinctus (Schrank, 1776) Hemiptera Cicadellidae Aphrodes makarovi Zachvatkin, 1948 Hemiptera Cicadellidae Eupteryx notata Curtis, 1837 Hemiptera Cicadellidae Euscelidius variegatus (Kirschbaum, 1858) Hemiptera Cicadellidae Megophthalmus scanicus (Fallén, 1806) Hemiptera Cicadellidae Neoaliturus fenestratus (Herrich-Schäffer, 1834) Hemiptera Cicadellidae Oncopsis flavicollis (Linnaeus, 1761) Hemiptera Cixiidae Tachycixius pilosus (Olivier, 1791) Hemiptera Coreidae Arenocoris waltlii (Herrich-Schäffer, 1834) Hemiptera Coreidae Coreus marginatus (Linnaeus, 1758) Hemiptera Coreidae Coriomeris affinis (Herrich-Schäffer, 1839) Hemiptera Coreidae Enoplops scapha (Fabricius, 1794) Hemiptera Coreidae Gonocerus acuteangulatus (Goeze, 1778) Hemiptera Delphacidae Dicranotropis hamata (Boheman, 1847) Hemiptera Delphacidae Ribautodelphax imitans (Ribaut, 1953) Hemiptera Lygaeidae Beosus maritimus (Scopoli, 1763) Hemiptera Lygaeidae Cymus melanocephalus Fieber, 1861 Hemiptera Lygaeidae Ischnodemus sabuleti (Fallén, 1826) Hemiptera Lygaeidae Kleidocerys resedae (Panzer, 1797) Hemiptera Lygaeidae Megalonotus emarginatus (Rey, 1888) Hemiptera Lygaeidae Megalonotus praetextatus (Herrich-Schäffer, 1835) Hemiptera Lygaeidae Megalonotus sabulicola (Thomson, 1870) Hemiptera Lygaeidae Metopoplax ditomoides (A. Costa, 1847) Hemiptera Lygaeidae Nysius graminicola (Kolenati, 1845) Hemiptera Lygaeidae Nysius helveticus (Herrich-Schäffer, 1850) Hemiptera Lygaeidae Peritrechus gracilicornis Puton, 1877 Hemiptera Lygaeidae Rhyparochromus vulgaris (Schilling, 1829)

FERME-ABEILLE-BIODIVERSITE – Rapport d’activité CERCOPE, 2015 Hemiptera Lygaeidae Taphropeltus contractus (Herrich-Schäffer, 1835) Hemiptera Lygaeidae Tropistethus holosericus (Scholtz, 1846) Hemiptera Membracidae Stictocephala bisonia Kopp & Yonke, 1977 Hemiptera Miridae Adelphocoris lineolatus (Goeze, 1778) Hemiptera Miridae Adelphocoris quadripunctatus (Fabricius, 1794) Hemiptera Miridae Adelphocoris seticornis (Fabricius, 1775) Hemiptera Miridae Amblytylus nasutus (Kirschbaum, 1856) Hemiptera Miridae Capsus ater (Linnaeus, 1758) Hemiptera Miridae Closterotomus fulvomaculatus (De Geer, 1773) Hemiptera Miridae Closterotomus norwegicus (Gmelin, 1790) Hemiptera Miridae Deraeocoris flavilinea (A. Costa, 1862) Hemiptera Miridae Globiceps fulvicollis Jakovlev, 1877 Hemiptera Miridae Heterocordylus tibialis (Hahn, 1833) Hemiptera Miridae Heterotoma planicornis (Pallas, 1772) Hemiptera Miridae Lepidargyrus ancorifer (Fieber, 1858) Hemiptera Miridae Leptopterna dolabrata (Linnaeus, 1758) Hemiptera Miridae Lygus pratensis (Linnaeus, 1758) Hemiptera Miridae Lygus rugulipennis Poppius, 1911 Hemiptera Miridae Megaloceroea recticornis (Geoffroy, 1785) Hemiptera Miridae Miridius quadrivirgatus (A. Costa, 1853) Hemiptera Miridae Orthocephalus saltator (Hahn, 1835) Hemiptera Miridae Orthops kalmii (Linnaeus, 1758) Hemiptera Miridae Pantilius tunicatus (Fabricius, 1781) Hemiptera Miridae Phylus coryli (Linnaeus, 1758) Hemiptera Miridae Phytocoris parvulus Reuter, 1880 Hemiptera Miridae Pinalitus cervinus (Herrich-Schäffer, 1841) Hemiptera Miridae Plagiognathus arbustorum (Fabricius, 1794) Hemiptera Miridae Psallus sp. Fieber, 1858 Hemiptera Miridae Rhabdomiris striatellus (Fabricius, 1794) Hemiptera Miridae Stenodema calcarata (Fallén, 1807) Hemiptera Miridae Stenodema laevigata (Linnaeus, 1758) Hemiptera Nabidae Nabis pseudoferus Remane, 1949 Hemiptera Pentatomidae Aelia acuminata (Linnaeus, 1758) Hemiptera Pentatomidae Carpocoris purpureipennis (De Geer, 1773) Hemiptera Pentatomidae Dolycoris baccarum (Linnaeus, 1758) Hemiptera Pentatomidae Eurydema oleracea (Linnaeus, 1758) Hemiptera Pentatomidae Eysarcoris aeneus (Scopoli, 1763) Hemiptera Pentatomidae Eysarcoris ventralis (Westwood, 1837) Hemiptera Pentatomidae Graphosoma italicum (O.F. Müller, 1766) Hemiptera Pentatomidae Palomena prasina (Linnaeus, 1761) Hemiptera Psyllidae Cacopsylla fulguralis (Kuwayama, 1908) Hemiptera Rhopalidae Corizus hyoscyami (Linnaeus, 1758) Hemiptera Rhopalidae Liorhyssus hyalinus (Fabricius, 1794) Hemiptera Rhopalidae Rhopalus subrufus (Gmelin, 1790) Hemiptera Rhopalidae Stictopleurus punctatonervosus (Goeze, 1778)

FERME-ABEILLE-BIODIVERSITE – Rapport d’activité CERCOPE, 2015 Hemiptera Thyreocoridae Thyreocoris scarabaeoides (Linnaeus, 1758) Hemiptera Tingidae Tingis angustata (Herrich-Schäffer, 1838) Hemiptera Tingidae Tingis cardui (Linnaeus, 1758) Hymenoptera Apidae Andrena cinerea Brullé, 1832 Hymenoptera Apidae Apis mellifera Linnaeus, 1758 Hymenoptera Apidae Bombus lapidarius (Linnaeus, 1758) Hymenoptera Apidae Collestes sp. Latreille, 1802 Hymenoptera Apidae Dasypoda altercator (Harris, 1780) Hymenoptera Apidae Epeolus cruciger (Panzer, 1799) Hymenoptera Apidae Heriades truncorum (Linnaeus, 1758) Hymenoptera Apidae Melitta sp. Kirby, 1802 Hymenoptera Argidae Arge ochropus (Gmelin, 1790) Hymenoptera Braconidae Chelonus sp. Panzer, 1806 Hymenoptera Chrysididae Chrysis sp. Linnaeus, 1761 Hymenoptera Chrysididae Cleptes pallipes Lepeletier, 1806 Hymenoptera Chrysididae Trichrysis cyanea (Linnaeus, 1758) Hymenoptera Crabronidae Mellinus arvensis (Linnaeus, 1758) Hymenoptera Formicidae Formica pratensis Retzius, 1783 Hymenoptera Vespidae Polistes nimpha (Christ, 1791) Hymenoptera Vespidae Vespula vulgaris (Linnaeus, 1758) Lepidoptera Erebidae Euclidia glyphica (Linnaeus, 1758) Lepidoptera Erebidae Sphrageidus similis (Fuessly, 1775) Lepidoptera Nymphalidae Aglais io (Linnaeus, 1758) Lepidoptera Nymphalidae Coenonympha pamphilus (Linnaeus, 1758) Lepidoptera Nymphalidae Maniola jurtina (Linnaeus, 1758) Lepidoptera Nymphalidae Melanargia galathea (Linnaeus, 1758) Lepidoptera Nymphalidae Polygonia c-album (Linnaeus, 1758) Lepidoptera Nymphalidae Pyronia tithonus (Linnaeus, 1771) Lepidoptera Pieridae Gonepteryx rhamni (Linnaeus, 1758) Lepidoptera Pieridae Pieris napi (Linnaeus, 1758) Lepidoptera Pieridae Pieris rapae (Linnaeus, 1758) Lepidoptera Pterophoridae Pterophorus pentadactylus (Linnaeus, 1758) Lepidoptera Sphingidae Macroglossum stellatarum (Linnaeus, 1758) Neuroptera Chrysopidae Chrysoperla carnea (Stephens, 1836) Neuroptera Hemerobiidae Micromus angulatus (Stephens, 1836) Orthoptera Acrididae Chorthippus biguttulus (Linnaeus, 1758) Orthoptera Acrididae Chorthippus parallelus (Zetterstedt, 1821) Orthoptera Gryllidae Nemobius sylvestris (Bosc, 1792) Orthoptera Tettigoniidae Leptophyes punctatissima (Bosc, 1792) Orthoptera Tettigoniidae Meconema thalassinum (De Geer, 1773) Orthoptera Tettigoniidae Tettigonia viridissima (Linnaeus, 1758) Plecoptera Nemouridae Nemoura cinerea (Retzius, 1783)

Araneae Araneidae Aculepeira ceropegia (Walckenaer, 1802) Araneae Araneidae Araneus quadratus Clerck, 1758

FERME-ABEILLE-BIODIVERSITE – Rapport d’activité CERCOPE, 2015 Araneae Araneidae Araneus sturmi (Hahn, 1831) Araneae Araneidae Araniella cucurbitina (Clerck, 1758) Araneae Araneidae Argiope bruennichi (Scopoli, 1772) Araneae Araneidae Gibbaranea gibbosa (Walckenaer, 1802) Araneae Araneidae Mangora acalypha (Walckenaer, 1802) Araneae Dictynidae Dictyna arundinacea Linnaeus, 1758 Araneae Linyphiidae Microlinyphia pusilla (Sundevall, 1829) Araneae Lycosidae Trochosa terricola Thorell, 1856 Araneae Pisauridae Pisaura mirabilis (Clerck, 1758) Araneae Tetragnathidae Pachygnatha degeeri Sundevall, 1829 Araneae Theridiidae Enoplognatha latimana Hippa & Oksala, 1982 Araneae Thomisidae Ebrechtella tricuspidata (Fabricius, 1775) Araneae Thomisidae Misumena vatia (Clerck, 1758) Araneae Thomisidae Synema globosum (Fabricius, 1775) Araneae Thomisidae Xysticus kochi Thorell, 1872 Ixodida Ixodidae Ixodes ricinus (Linnaeus, 1758) Opiliones Phalangiidae Phalangium opilio Linnaeus, 1761

Isopoda Porcellionidae Porcellio scaber Latreille, 1804

Station de Levet le 10/04/15, vue des zones de cultures est.

FERME-ABEILLE-BIODIVERSITE – Rapport d’activité CERCOPE, 2015 - 32 -

3.4 - STATION 2 : SAINT-CAPRAIS (Les Valencins)

3.4.1 - Résultats / Discussion

A l’issu de cet inventaire 2015, un total de 7074 insectes (7297) a pu être déterminé, mettant ainsi en évidence la présence d’au moins 306 espèces d’insectes sur le site des Valencins. Une trentaine d’autres arthropodes, essentiellement des araignées, ont aussi été inventoriés.

Tableau IV. Résultats des collectes effectuées sur la station 2 (Saint-Caprais)

Nb d'individus Nb d'espèces Remarques espèces Coléoptères 2764 182 Hémiptères 247 68 dont 50 Hétéroptères Diptères 2873 19 dont 10 Syrphidae Lépidoptères 32 12 Hyménoptères 1090 10 Orthoptères 32 7 Autres ordres d'insectes 36 8 Autres arthropodes 223 31 dont 26 Araneae

TOTAL insectes 7074 306 TOTAL arthropodes 7297 336

Si le nombre d’espèces collectées cette saison à Saint-Caprais est quasiment équivalent à celui de la station de Levet (à 2 espèces près), la nature des cortèges fréquentant la station 2 diffère sensiblement du site précédent. En effet, la biodiversité entomologique semble y être tout aussi importante mais les espèces caractéristiques des milieux herbacés y sont apparues moins fréquentes. Ceci est probablement dû à l’exposition plein nord de la station, qui favorise sans doute la présence des insectes ombrophiles des lisières au détriment des espèces héliophiles peuplant généralement les milieux ouverts herbacés. Par exemple, le cortège de cicadelles se voit enrichi par 4 espèces de Delphacidae, insectes appréciant l’ombre, la fraîcheur et l’humidité, ainsi que 3 espèces de Cixiidae et Issus coleoptratus , tous typiquement arboricoles. Sans grande surprise, l’entomofaune évoluant entre les cultures et le boisement des Valencins se caractérise par une proportion importante d’insectes arboricoles, parfois strictement forestiers, se mélangeant avec les espèces de l’agrosystème attenant.

On notera tout d’abord le nombre élevé de Coléoptères, tant en nombre d’individus que d’espèces, particulièrement bien représentés par la famille des Carabidae. Avec une trentaine d’espèces inventoriées, ces prédateurs de larves d’insectes et de mollusques se sont en effet avérés beaucoup plus nombreux que sur les 2 autres stations. Autres alliées des cultures, certaines coccinelles arboricoles inédites ont elles aussi été inventoriées ( Halyzia 16-guttata, Brumus 4-pustulatus, Harmonia 4-punctata ). On peut enfin citer la présence de certaines espèces de syrphes, eux aussi caractéristiques des sous-bois et des lisières, comme Paragus pecchiolii , qui joue un double rôle d’auxiliaire puisque ses larves prédatrices se nourrissent Fig 3. Proportion des différents ordres inventoriés sur la station 2. de pucerons alors que les adultes floricoles participent à la pollinisation des fleurs visitées.

FERME-ABEILLE-BIODIVERSITE – Rapport d’activité CERCOPE, 2015 - 33 -

3.4.2 – Les espèces remarquables

Parmi tous les insectes inventoriés sur la station de St-Caprais, 15 espèces peuvent être considérés comme remarquables , c’est-à-dire possèdant un statut particulier ou étant au moins sporadiques dans la région (sans obligatoirement être rares). Au moins 2 d’entre elles sont véritablement patrimoniales : le syrphe forestier Callicera fagesii et le petit coléoptère saproxylophage Nematodes filum, tous deux excellents bioindicateurs de la qualité des milieux forestiers (voir les fiches-espèces pages suivantes) :

Ordre Famille Espèce DZLR IfIpn ADE Remarques

Coleoptera Anthribidae Platyrhinus resinosus sporadique saproxylophage feuillus Coleoptera Carabidae Carabus monilis DZ MR peu commun prédateur en régression Coleoptera Carabidae Zabrus tenebrioides peu commun prédateur en régression Coleoptera Chrysomelidae Chrysolina bankii peu commun atlantico-méditerranéen Coleoptera Cleridae Opilo mollis 2 2 peu commun saproxylique feuillus Coleoptera Elateridae Athous campyloides peu commun en expansion ? Coleoptera Eucnemidae Nematodes filum 2 4 rare à très rare saproxylophage feuillus Coleoptera Lucanidae Platycerus caraboides DZ 2 2 peu commun saproxylophage feuillus Coleoptera Ptinidae Ptilinus pectinicornis 2 peu commun saproxylophage feuillus Coleoptera Ptinidae Ptinomorphus imperialis 2 localisé saproxylophage feuillus Diptera Syrphidae Callicera fagesii rare très bon indicateur forestier Hemiptera Miridae Miridius quadrivirgatus localisé atlantico-méditerranéen Hemiptera Thyreocoridae Thyreocoris scarabaeoides sporadique difficile à observer Lepidoptera Papilionidae Iphiclides podalirius DZ assez commun chenille sur Prunus, Crataegus Odonata Calopterygidae Calopteryx virgo DZ commun localement larve aquatique

En gras : taxon faisant l’objet d’une fiche descriptive ; DZ = déterminant ZNIEFF ; LR = Liste Rouge régionale (MR=menacé dans la région) ; ADE = "à dire d'experts" (articles et ouvrages de référence, comm. pers) ; Indices saproxyliques de Brustel / Irstea : If = indice de fonctionnalité (maximum de 3) ; Ipn = indice de patrimonialité pour la moitié nord de la France (maximum de 4).

Dans l’ensemble, la station de Saint-Caprais s’avère relativement pauvre en Hyménoptères et en Diptères Syrphidae (malgré la présence de C. fagesii ), probable conséquence du biotope frais et ombragé. En revanche, elle se distingue des deux autres stations par une richesse en Coléoptères plus élévée, notamment grâce à la présence de nombreuses espèces saproxyliques (32 espèces uniquement pour les Coléoptères). Comme indiqué dans la liste ci-dessus, certaines d’entre elles peuvent être considérées comme remarquables et l’ensemble du cortège montre que le boisement, isolé mais écologiquement fonctionnel, conserve un fort potentiel de patrimonialité (d’autant plus que les pièges installés ne ciblaient pas les saproxyliques, comme pourraient le faire les pièges d’interception aériens de type Polytrap™, mais les insectes volants évoluant près du sol). Ces résultats illustrent une fois de plus l’intérêt de conserver du bois mort ou sénescent dans les secteurs boisés, gage d’une biodiversité souvent méconnue (ou ignorée) des propriétaires et des gestionnaires de sites.

Cependant, si le domaine des Valencins abrite un certain nombre d’insectes patrimoniaux et des cortèges intéressants, la biocénose n’y subit pas moins les problèmes liés aux cultures intensives environnantes. Le principal indice de dérèglement écologique du site est sans doute l’omniprésence de Psylliodes chrysocephalus , grande altise se développant aux dépens des Brassicaceae cultivées (comme le Colza). Lors de cette saison 2015, l’espèce pullulait en effet au point de ne pas pouvoir comptabiliser les individus, collectés par centaines en quelques coups de fauchoir (le Coléoptère étant aussi bien présent en sous-bois qu’en marge des cultures). Ce type de pullulation, qui ne pourrait être contenu avec des traitements chimiques qu’au prix d’un lourd tribut écologique, rend d’autant plus important le rôle joué par les auxiliaires prédateurs et parasitoïdes présents sur la station.

Hormis ces problèmes de pullulation d’espèces, probablement amplifiés par l’immensité des surfaces de monocultures de l’exploitation, on retiendra donc de cette station la patrimonialité inattendue du boisement des Valencins, son fort potentiel saproxylique et plus généralement la diversité des cortèges d’auxiliaires rencontrés au niveau du chemin longeant les cultures et la lisière nord.

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Callicera fagesii Guerin-Meneville, 1844

Statut : Espèce rare , menacée en France et en déclin en Europe [S PEIGHT et al. 2004], dont la présence est utile à l’identification des forêts patrimoniales d’importance européenne [D USSAIX , 2013].

Distribution : Il n’existe que très peu de données de cette espèce en France (Pyrénées-Orientales, Charente-Maritime, Sarthe, ainsi que des données historiques en Île-de-France et dans le Var). En région Centre-Val de Loire, elle fut récemment découverte dans le bocage de Noirlac par le CEN [VALLET & QUENT , 2013]. La découverte de l’espèce sur le Pays de Bourges constitue donc seulement la 2nde observation régionale de ce syrphe rare et exigeant. Cependant, les inventaires Syrphidae s’étant considérablement multipliés depuis quelques années, on peut supposer que le nombre de mentions de l’insecte sera amené à s’accroître rapidement, notamment au niveau des bois alluviaux ligériens et des grands massifs forestiers de la région.

Description / confusion possible : Difficile à distinguer des espèces proches comme Callicera marcquartii , en particulier les femelles. Comme tous les représentants du genre, Callicera fagesii possède des antennes singulières particulièrement longues, présentant un article III élargi et terminées en pointes blanches. L’espèce s’identifie entre autres à sa pilosité thoracique marron-jaune et à son scutellum pourvu d’une pilosité plus longue que le 1 er Photo : Cyrille Dussaix [source : Syrphidae Europenses , en ligne : article antennaire. Pour une identification certaine, la dissection des mâles www.cyrille.dussaix.perso-orange.fr] reste conseillée. Taille : 10 - 12 mm.

Biologie / écologie : Callicera fagesii est caractéristique des forêts de feuillus anciennes et humides présentant un certain degré de sénescence. L’espèce est citée des chênaies et des hêtraies marécageuses, mais aussi des zones boisées alluviales abritant de vieux érables, frênes, aulnes, peupliers ou encore des saules. Les larves se développent pendant deux ans dans les dendrotelmes, c’est-à-dire les cavités associées au bois mort en décomposition, remplies d’eau de pluie et de débris en décomposition. Ces dernières s’y nourrissent des micro- organismes présents ou des grains de pollen apportés par l’eau ou le vent [S ARTHOU & SPEIGHT , 2005]. Les adultes, beaucoup plus difficiles à observer que les larves, évoluent dans les frondaisons des arbres et ne se rapprochent du sol que pour se nourrir des fleurs des sous-bois ou boire sur la vase humide des flaques, des mares ou des cours d’eau. L’espèce s’observe d’avril à fin juin, généralement en fin d’après-midi ou en soirée, mais elle ne s’éloigne que rarement des secteurs boisés. Quelques individus peuvent toutefois être observés en lisière, au printemps, se réchauffant sur le feuillage des plantes exposées au soleil. Après l’accouplement, les femelles déposent leurs œufs directement sur les troncs présentant des cavités ou des blessures [S PEIGHT et al ., 2012].

Menaces / mesures de conservation : Rare et menacé partout en France. Sur les sites où sa présence est avérée, cette espèce patrimoniale ne pourra se maintenir qu’à condition de conserver une certaine quantité de bois mort sénescent (si possible encore sur pied) et de proscrire toute tentative de drainage des sous-bois humides. D’une manière générale, la meilleure gestion visant à favoriser la présence des insectes saproxyliques patrimoniaux consiste à ne pas intervenir et à laisser le bois sénescent se source : SYRPHID décomposer lentement.

Abondance sur le site : Un seul exemplaire collecté au piège Malaise, installé en lisière à proximité de vieux chênes, frênes et érables. Le boisement des Valencins est par ailleurs alimenté par un drain formant une petite mare centrale temporaire, non loin de la station de piégeage.

Bibliographie espèce :

DUSSAIX (C.), 2013. - Syrphes de la Sarthe. Ethologie, écologie, répartition et développement larvaire . Invertébrés Armoricains, les Cahiers du GRETIA n°9, Rennes. 284 p.

SARTHOU (J.-P.) & SPEIGHT (M.C.D.), 2005. - Les Diptères Syrphidae, peuple de tous les espaces. Insectes , 137 (2) : 3-8.

SPEIGHT (M.C.D.), 2012. – Species accounts of European Syrphidae (Diptera). Syrph the Net, the database of European Syrphidae , vol. 69. Syrph the Net publications, Dublin. 296 p.

SPEIGHT (M.C.D.) & SARTHOU (J.-P.), 2012. - StN keys for the identification of adult european Syphidae (Diptera) / Clés StN pour l’identification des adultes de Syrphidae (Diptera). Syrph the Net : the database of European Syrphidae , Vol 70. Syrph the Net publications, Dublin. 130 p.

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Carabus monilis Fabricius, 1792

Statut : peu commun, déterminant ZNIEFF , Liste rouge : menacé ( MR ).

Distribution : Espèce répandue dans toute la France mais peu commune. Dans la région, ce carabe à la coloration très variable est de plus en plus localisé en raison de sa sensibilité aux pesticides et aux labours profonds.

Description / confusion possible : Espèce facile à identifier (avec un peu d’habitude) mais dont la taille, la sculpture élytrale et la coloration sont d’une grande variabilité. La majorité des individus sont verts métalliques, mais certains peuvent être violets, bleus ou encore noirs. Taille : 17 - 32 mm.

Biologie / écologie : Cette espèce se rencontre dans les cultures sur sols argilo- calcaires, dans les champs, en forêt, à la lisière des bois ou encore sous les débris végétaux et les pierres. S’observant autrefois essentiellement en milieu ouvert, l’espèce semble avoir migré de la campagne à la forêt, probablement à cause de la pression exercée par l’agriculture intensive [SECCHI et al., 2010]. Comme la plupart des représentants du genre, ce carabe chasse activement les limaces et les escargots, de préférence la nuit, constituant ainsi un très bon auxiliaire des cultures.

Menaces / mesures de conservation : Espèce en régression, menacée dans la région, mais qui semble toutefois se maintenir dans les zones boisées et au niveau des lisières forestières.

Abondance : un seul individu collecté dans un piège Barber puis relâché.

Zabrus tenebrioides (Goeze, 1777)

Statut : aucun statut particulier mais peu commun et en forte régression dans la région. Indicateur de bonnes pratiques culturales.

Distribution : espèce paléarctique présente dans toute la France. En région Centre-Val de Loire, elle est considérée par la plupart des auteurs comme étant depuis longtemps en forte régression. Ainsi, dans le Loir-et-Cher : « de rares captures dans les champs en friches ; cette espèce des zones de cultures tend à disparaître de nos régions » [M ACHARD , 2013]. Dans le Loiret, l’espèce s’est elle aussi raréfiée considérablement à cause des traitements des cultures céréalières, au point d’être considérée dans les années 90 comme disparue des grandes zones de cultures [C HAPELIN -VISCARDI et al., 2011-2012], même si elle semble réapparaître ces dernières années [S ECCHI et al., 2006]. Dans le Cher, elle n’est pas citée du catalogue de LESIMPLE & PERU (2000) et n’était connue de notre part que d’une station à Dun-sur-Auron [B INON in CHOREIN , 2013].

Description / confusion possible : les Zabrus sont de grands carabiques ailés, épais, subcylindriques, au corps noirâtre allongé, ponctué et pubescent. Les appendices sont roux et le pronotum, très transverse et fortement convexe, présente une forte ponctuation dans sa partie basale, la partie antérieure étant presque lisse. La tête présente deux sillons parallèles et une seule soie [C OULON et al., 2012]. Ces caractéristiques rendent l’espèce beaucoup plus facilement identifiable que la plupart des Harpalinae noirs. Taille : 14 - 17 mm.

Biologie / écologie : Espèce volant à proximité du sol, généralement au crépuscule, à la recherche des fleurs ou des graines de céréales dont elle se nourrit (Blé, Orge, Seigle, Maïs). L’accouplement et la ponte ont lieu l’été et les futures larves creuseront dans le sol une galerie d’une vingtaine de cm de profondeur, généralement à proximité des plantes-hôtes. Pouvant atteindre 30 à 35 mm de long, ces dernières peuvent créer localement des dégâts dans les cultures céréalières [BALACHOWSKY & MESNIL , 1935]. En réalité, les larves de Zabrus sont surtout nuisibles dans les sols lourds et argileux, et les dégâts sont surtout notables en Europe de l’Est et dans les zones n’effectuant aucune rotation des cultures [B ALACHOWSKY , 1962].

Menaces / mesures de conservation : Espèce très menacée dans les zones céréalières. Malgré un récent essor, elle reste fragilisée par les techniques d’agriculture intensive, en premier lieu l’emploi des pesticides.

Abondance : 2 individus collectés à la tente Malaise (et non au Barber), montrant l’aptitude au vol de l’espèce.

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Nematodes filum (Fabricius, 1801)

Statut : espèce très rare et très localisée en France [T RONQUET (coord.), 2014] mais qui semble aujourd’hui bien implantée dans le pays [BRUSTEL & AUBOURG , 2008]. Seulement connue d’une dizaine de départements [A RNABOLDI & VELLE , 2010].

Indices saproxyliques de Brustel : If=2 + Ipn=4 ‰ valeur bioindicatrice de 6 (maximum=7). Excellent indicateur forestier.

Distribution : Potentiellement présent dans une grande partie de la France mais toujours rare. En région Centre-Val de Loire, à notre connaissance l’espèce n’était connue que de trois stations : deux en bords de Loire, dans le Cher sur l’Îlot des Barreaux à Herry [C AILLERET , 2005 in BRUSTEL & AUBOURG , 2008] et dans le Loiret à Orléans (C HAPELIN-VISCARDI comm. pers, 2015), et une station au sud du Cher dans le bocage de Noirlac (CALMONT / INPN, 2013). Dans le centre de la France, l’espèce semble bien implantée mais concentrée à une zone allant de l’Allier au Loiret vers le nord, jusqu’à la Côte-d’Or à l’est [ARNABOLDI & VELLE , 2010].

Description / confusion possible : Les Eucnemidae sont de petits coleoptères élateriformes très homogènes et parfois difficiles à distinguer. Cette espèce monospécifique est toutefois très facilement reconnaissable : il s’agit en effet du seul Eucnemidae dont le pronotum est plus long que large. Ce dernier possède par ailleurs des côtés parallèles se rétrécissant avant le quart antérieur, un sillon médian indistinct et deux légères dépression latérales. L’espèce se caractérise de plus par ses 5 derniers articles antennaires bien différenciés, nettement plus épais et plus longs que les précédents. L’insecte mesure de 5 à 7 mm et son nom fait référence à sa silhouette allongée.

Biologie / écologie : Etant donnée la rareté de Nematodes filum et le peu de données existantes, les mœurs de cet insecte saproxylique sont encore peu connues. BARTHE (1928) ne connaissait pas l’espèce de France et le 1 er individu ne fut observé dans le pays que récemment, en 1974 dans les Pyrénées-Orientales. Les larves xylophages se développent dans le bois d’un grand nombre de feuillus, presque toujours en ripisylve ou en sous-bois marécageux. L’espèce est citée des chênes, saules, aulnes, frênes, peupliers, érables ou encore charmes, c’est-à-dire aussi bien en boisement humides de bois durs que de bois tendres.

Menaces / mesures de conservation : la pérennité de l’espèce sera assurée par la conservation sur le site du bois mort et des arbres sénescents (si possible sur pied ou à défaut au sol) et le maintien du caractère humide du site.

Abondance sur le site : 1 seul individu collecté au piège jaune.

Bibliographie espèce :

ARNABOLDI (F.) & VELLE (L.), 2010. – Nouvelles localités de Nematodes filum (Fabricius, 1801) : le point sur sa répartition en France. L’Entomologiste , 66 (2) : 85-88.

BARTHE (E.), 1928. – Tableaux analytiques des Coléoptères de la faune franco-rhénane (Cerophytidae - Eucnemidae). Miscellanea entomologica, XXXI : 9-45.

BRUSTEL (H.), 2001. – Coléoptères saproxyliques et valeur biologique des forêts françaises : perspectives pour la préservation du patrimoine naturel . Thèse de doctorat, Institut National Polytechnique, Toulouse. 327 p.

BRUSTEL (H.) & AUBOURG (J.-B.), 2008. – Nematodes filum (Fabricius, 1801) bien implanté en France (Coleoptera Eucnemidae). L’Entomologiste , 64 (3) : 161-164.

TRONQUET (M.) (coord.), 2014. - Catalogue des Coléoptères de France . Association Roussillonnaise d'Entomologie. 1052 p.

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Platycerus caraboides (Linnaeus, 1758)

Statut : espèce peu commune sans être rare, bon indicateur forestier. Indices saproxyliques de Brustel : If=2 + Ipn=2 ‰ valeur bioindicatrice de 4/7.

Distribution : Espèce largement répandue en Europe et en France. En région Centre-Val de Loire, elle est présente dans tous les départements mais ses observations sont toujours sporadiques. Dans le Cher, elle est au moins connue du bocage de Noirlac (CALMONT / INPN, 2012), de la forêt de Vierzon (VELLE / INPN) et de Neuvy-sur-Barangeon (DAMOISEAU , 2009).

Description / confusion possible : Les adultes de ce petit Lucanidae sont généralement sombres à reflets métalliques bleutés, certains individus pouvant cependant être verdâtres à pattes rougeâtres (forme généralement observée chez les femelles). Dans la région, P. caraboides pourrait être confondu avec une espèce très proche mais beaucoup plus rare en plaine, P. caprea . La distinction entre les deux se fait essentiellement grâce à la forme des mandibules des mâles et la ponctuation du pronotum (très serrées et régulière chez caraboides , plus éparse chez caprea ), une identification certaine nécessitant parfois d’extraire les génitalias. Taille : 8 - 12 mm.

Biologie / écologie : Espèce saproxylophage des vieilles fûtaies de feuillus. Les larves se développent dans le bois en décomposition des chênes, des hêtres ou des châtaigners, plus rarement des conifères. Les adultes, qui sont crépusculaires et nocturnes, se rencontrent de mai à août [BARAUD , 1993].

Menaces / mesures de conservation : espèce non-menacée dans la région.

Abondance sur le site : un seul individu collecté au fauchage.

Platyrhinus resinosus (Scopoli, 1763)

Statut : peu fréquent sans être rare, bon indicateur forestier. Indices de Brustel : If=2 + Ipn=2 ‰ valeur bioindicatrice de 4/7.

Distribution : espèce paléarctique assez abondante dans le sud mais moins commune dans la moitié nord de la France. Les données disponibles sur l’INPN (consultation 2015) ne font état que d’une dizaine d’observations dans la région. Dans le Cher, l’espèce est mentionnée du bocage de Noirlac (CALMONT / INPN, 2012), de la forêt de Vierzon (VELLE / INPN, 2011) et de Neuvy-sur-Barangeon (DAMOISEAU , 2009).

Description / confusion possible : Espèce très facile à identifier, ne serait- ce que par sa grande taille (il s’agit du plus grand Anthribidae d’Europe), sa coloration et sa morphologie très singulière. Le pronotum et les élytres présentent en effet de fortes carènes délimitant une large dépression centrale, donnant à l’insecte un aspect très rugueux. Le dessus du corps est gris mat ou noir de velour, moucheté de taches de pilosité brunes, blanches et jaunâtres. Le rostre élargi est presque carré (« Platyrhinus ») et les pattes sont noirs annelées de gris. Taille : 8 - 15 mm.

Biologie / écologie : Contrairement à ce que pourrait laisser suggérer son nom, Platyrhinus resinosus se rencontre dans les forêts de feuillus mais jamais de résineux. Comme la plupart des Anthribidae, les larves saproxylophages se développent dans le bois mort, les souches ou les troncs sénescents de nombreuses essences, généralement attaquées par divers champignons (Hêtre, Frêne, Aulne, Bouleau, Chêne) [HOFFMAN , 1945]. L’activité des adultes s’observe généralement de mi-mai à début septembre [D U CHATENET , 2014]. Lorsqu’il est inquiété, l’insecte replie immédiatement ses appendices, se laisse tomber dans la litière et reste immobile. Prenant ainsi l’aspect d’un petit morceau de bois, il devient très difficile pour ses prédateurs de le distinguer parmi les débris végétaux.

Menaces / mesures de conservation : espèce non menacée dans la région.

Abondance sur le site : un seul individu observé à proximité des pièges (sur véhicule).

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3.4.3 - Liste totale des espèces observées sur la station 2 de Saint-Caprais :

ORDRE FAMILLE ESPECE DESCRIPTEUR

Coleoptera Anthicidae Anthicus antherinus (Linnaeus, 1761) Coleoptera Anthicidae Omonadus floralis (Linnaeus, 1758) Coleoptera Anthribidae Anthribus nebulosus Forster, 1770 Coleoptera Anthribidae Platyrhinus resinosus (Scopoli, 1763) Coleoptera Brentidae Protapion apricans (Herbst, 1797) Coleoptera Brentidae Protapion fulvipes (Geoffroy, 1785) Coleoptera Brentidae Protapion nigritarse (W. Kirby, 1808) Coleoptera Brentidae Protapion trifolii (Linnaeus, 1768) Coleoptera Brentidae Protopirapion atratulum (Germar, 1817) Coleoptera Buprestidae Anthaxia nitidula (Linnaeus, 1758) Coleoptera Byturidae Byturus ochraceus (Scriba, 1790) Coleoptera Cantharidae Cantharis lateralis Linnaeus, 1758 Coleoptera Cantharidae Cantharis rustica Fallén, 1807 Coleoptera Cantharidae Rhagonycha fulva (Scopoli, 1763) Coleoptera Cantharidae Rhagonycha lutea (O. F. Müller, 1764) Coleoptera Cantharidae Rhagonycha nigriventris Motschulsky, 1860 Coleoptera Carabidae Abax parallelepipedus (Piller & M., 1783) Coleoptera Carabidae Amara aenea (De Geer, 1774) Coleoptera Carabidae Amara eurynota (Panzer, 1797) Coleoptera Carabidae Amara ovata (Fabricius, 1792) Coleoptera Carabidae Amara similata (Gyllenhal, 1810) Coleoptera Carabidae Anchomenus dorsalis (Pontoppidan, 1763) Coleoptera Carabidae Asaphidion curtum (Heyden, 1870) Coleoptera Carabidae Brachinus crepitans (Linnaeus, 1758) Coleoptera Carabidae Calathus fuscipes (Goeze, 1777) Coleoptera Carabidae Calodromius spilotus (Illiger, 1798) Coleoptera Carabidae Carabus monilis Fabricius, 1792 Coleoptera Carabidae Carabus violaceus Linnaeus, 1758 Coleoptera Carabidae Demetrias atricapillus (Linnaeus, 1758) Coleoptera Carabidae Diachromus germanus (Linnaeus, 1758) Coleoptera Carabidae Harpalus dimidiatus (P. Rossi, 1790) Coleoptera Carabidae Harpalus distinguendus (Duftschmid, 1812) Coleoptera Carabidae Leistus spinibarbis (Fabricius, 1775) Coleoptera Carabidae Metallina properans (Stephens, 1828) Coleoptera Carabidae Nebria brevicollis (Fabricius, 1792) Coleoptera Carabidae Nebria salina Fairmaire & L., 1854 Coleoptera Carabidae Notiophilus biguttatus (Fabricius, 1779) Coleoptera Carabidae Ophonus ardosiacus (Lutshnik, 1922) Coleoptera Carabidae Poecilus cupreus (Linnaeus, 1758) Coleoptera Carabidae Pseudoophonus rufipes (De Geer, 1774)

FERME-ABEILLE-BIODIVERSITE – Rapport d’activité CERCOPE, 2015 Coleoptera Carabidae Pterostichus madidus (Fabricius, 1775) Coleoptera Carabidae Stenolophus teutonus (Schrank, 1781) Coleoptera Carabidae Syntomus impressus (Dejean, 1825) Coleoptera Carabidae Syntomus obscuroguttatus (Duftschmid, 1812) Coleoptera Carabidae Trechus quadristriatus (Schrank, 1781) Coleoptera Carabidae Zabrus tenebrioides (Goeze, 1777) Coleoptera Cerambycidae Alosterna tabacicolor (De Geer, 1775) Coleoptera Cerambycidae Calamobius filum (Rossi, 1790) Coleoptera Cerambycidae Grammoptera ruficornis (Fabricius, 1781) Coleoptera Cerambycidae Leiopus femoratus Fairmaire, 1859 Coleoptera Cerambycidae Phymatodes testaceus (Linnaeus, 1758) Coleoptera Cerambycidae Rhagium sycophanta (Schrank, 1781) Coleoptera Cerambycidae Rutpela maculata (Poda, 1761) Coleoptera Chrysomelidae Altica oleracea (Linnaeus, 1758) Coleoptera Chrysomelidae Aphthona lutescens (Gyllenhal, 1808) Coleoptera Chrysomelidae Batophila aerata (Marsham, 1802) Coleoptera Chrysomelidae Bruchus rufimanus Bohemann, 1833 Coleoptera Chrysomelidae Chaetocnema concinna (Marsham, 1802) Coleoptera Chrysomelidae Chrysolina bankii (Fabricius, 1775) Coleoptera Chrysomelidae Epitrix pubescens (Koch, 1803) Coleoptera Chrysomelidae Leptinotarsa decemlineata (Say, 1824) Coleoptera Chrysomelidae Longitarsus flavicornis (Stephens, 1831) Coleoptera Chrysomelidae Longitarsus melanocephalus (De Geer, 1775) Coleoptera Chrysomelidae Oulema duftschmidi (Redtenbacher, 1874) Coleoptera Chrysomelidae Oulema gallaeciana (Heyden, 1879) Coleoptera Chrysomelidae Oulema melanopus (Linnaeus, 1758) Coleoptera Chrysomelidae Phyllotreta atra (Fabricius, 1775) Coleoptera Chrysomelidae Phyllotreta consobrina (Curtis, 1837) Coleoptera Chrysomelidae Phyllotreta cruciferae (Goeze, 1777) Coleoptera Chrysomelidae Phyllotreta diademata Foudras, 1860 Coleoptera Chrysomelidae Phyllotreta nigripes (Fabricius, 1775) Coleoptera Chrysomelidae Phyllotreta undulata Kutschera, 1860 Coleoptera Chrysomelidae Psylliodes chrysocephalus (Linnaeus, 1758) Coleoptera Chrysomelidae Sermylassa halensis (Linnaeus, 1767) Coleoptera Chrysomelidae Sphaeroderma testaceum (Fabricius, 1775) Coleoptera Cleridae Opilo mollis (Linnaeus, 1758) Coleoptera Coccinellidae Brumus quadripustulatus (Linnaeus, 1758) Coleoptera Coccinellidae Coccinella septempunctata Linnaeus, 1758 Coleoptera Coccinellidae Halyzia sedecimguttata (Linnaeus, 1758) Coleoptera Coccinellidae Harmonia axyridis (Pallas, 1773) Coleoptera Coccinellidae Harmonia quadripunctata (Pontoppidan, 1763) Coleoptera Coccinellidae Psyllobora vigintiduopunctata (Linnaeus, 1758) Coleoptera Coccinellidae Scymnus rubromaculatus (Goeze, 1778) Coleoptera Coccinellidae Tytthaspis sedecimpunctata (Linnaeus, 1758) Coleoptera Coccinellidae Vibidia duodecimguttata (Poda, 1761)

FERME-ABEILLE-BIODIVERSITE – Rapport d’activité CERCOPE, 2015 Coleoptera Cryptophagidae Atomaria sp. Stephens, 1829 Coleoptera Curculionidae Anthonomus rubi (Herbst, 1795) Coleoptera Curculionidae Aulacobaris coerulescens (Scopoli, 1763) Coleoptera Curculionidae Ceutorhynchus obstrictus (Marsham, 1802) Coleoptera Curculionidae Ceutorhynchus pallidactylus (Marsham, 1802) Coleoptera Curculionidae Ceutorhynchus picitarsis Gyllenhal, 1837 Coleoptera Curculionidae Curculio glandium Marsham, 1802 Coleoptera Curculionidae Hylesinus toranio (Danthoine, 1788) Coleoptera Curculionidae Hypera postica (Gyllenhal, 1813) Coleoptera Curculionidae Lignyodes enucleator (Panzer, 1798) Coleoptera Curculionidae Limobius borealis (Paykull, 1792) Coleoptera Curculionidae Liophloeus tessulatus (Müller, 1776) Coleoptera Curculionidae Lixus ochraceus Boheman, 1843 Coleoptera Curculionidae Magdalis armigera (Geoffroy, 1785) Coleoptera Curculionidae Mononychus punctumalbum (Herbst, 1784) Coleoptera Curculionidae Otiorhynchus veterator Uyttenboogaart, 1932 Coleoptera Curculionidae Phloeophagus lignarius (Marsham, 1802) Coleoptera Curculionidae Phyllobius betulinus (B. & S., 1805) Coleoptera Curculionidae Phyllobius pyri (Linnaeus, 1758) Coleoptera Curculionidae Polydrusus impressifrons Gyllenhal, 1834 Coleoptera Curculionidae Sitona lineatus (Linnaeus, 1758) Coleoptera Curculionidae Sitona macularius (Marsham, 1802) Coleoptera Curculionidae Sitona suturalis Stephens, 1831 Coleoptera Drilidae Drilus flavescens Olivier, 1790 Coleoptera Elateridae Adrastus rachifer (Geoffroy in F., 1785) Coleoptera Elateridae Agriotes gallicus L. in B. & L., 1835 Coleoptera Elateridae Ampedus pomorum (Herbst, 1784) Coleoptera Elateridae Ampedus quercicola (Buysson, 1887) Coleoptera Elateridae Athous bicolor (Goeze, 1777) Coleoptera Elateridae Athous campyloides Newman, 1833 Coleoptera Elateridae Athous haemorrhoidalis (Fabricius, 1801) Coleoptera Elateridae Athous subfuscus (O.F. Müller, 1764) Coleoptera Elateridae Athous vittatus (Gmelin, 1790) Coleoptera Elateridae Cidnopus pilosus (Leske, 1785) Coleoptera Erotylidae Triplax russica (Linnaeus, 1758) Coleoptera Eucnemidae Hylis olexai (Palm, 1955) Coleoptera Eucnemidae Nematodes filum (Fabricius, 1801) Coleoptera Histeridae Margarinotus purpurascens (Herbst, 1792) Coleoptera Histeridae Saprinus semistriatus (Scriba, 1790) Coleoptera Kateretidae Brachypterus urticae (Fabricius, 1792) Coleoptera Latridiidae Cortinicara gibbosa (Herbst, 1793) Coleoptera Latridiidae Enicmus transversus (Olivier, 1790) Coleoptera Latridiidae Melanophthalma distinguenda (Comolli, 1837) Coleoptera Leiodidae Agathidium marginatum Sturm, 1807 Coleoptera Leiodidae Choleva angustata (Fabricius, 1781)

FERME-ABEILLE-BIODIVERSITE – Rapport d’activité CERCOPE, 2015 Coleoptera Leiodidae Ptomaphagus subvillosus (Goeze, 1777) Coleoptera Lucanidae Platycerus caraboides (Linnaeus, 1758) Coleoptera Melyridae Axinotarsus marginalis (Laporte de C., 1840) Coleoptera Melyridae Clanoptilus elegans (Olivier, 1790) Coleoptera Melyridae Dasytes aeratus Stephens, 1829 Coleoptera Melyridae Malachius bipustulatus (Linnaeus, 1758) Coleoptera Melyridae Psilothrix viridicoerulea (Geoffroy, 1785) Coleoptera Mordellidae Mordella sp. Linnaeus, 1758 Coleoptera Mordellidae Mordellistena neuwaldeggiana (Panzer, 1796) Coleoptera Mordellidae Mordellistena variegata (Fabricius, 1798) Coleoptera Nitidulidae Meligethes aeneus (Fabricius, 1775) Coleoptera Oedemeridae Oedemera lurida (Marsham, 1802) Coleoptera Oedemeridae Oedemera nobilis (Scopoli, 1763) Coleoptera Phalacridae Olibrus affinis (Sturm, 1807) Coleoptera Phalacridae Stilbus testaceus (Panzer, 1797) Coleoptera Ptinidae Anobium punctatum (De Geer, 1774) Coleoptera Ptinidae Ptilinus pectinicornis (Linnaeus, 1758) Coleoptera Ptinidae Ptinomorphus imperialis (Linnaeus, 1767) Coleoptera Ptinidae Ptinus fur (Linnaeus, 1758) Coleoptera Ptinidae Ptinus rufipes Olivier, 1790 Coleoptera Pyrochroidae Pyrochroa coccinea (Linnaeus, 1761) Coleoptera Pyrochroidae Pyrochroa serraticornis (Scopoli, 1763) Coleoptera Scarabaeidae Onthophagus joannae Goljan, 1953 Coleoptera Scraptiidae Anaspis frontalis (Linnaeus, 1758) Coleoptera Scraptiidae Anaspis melanopa (Forster, 1771) Coleoptera Silphidae Nicrophorus interruptus Stephens, 1830 Coleoptera Silphidae Nicrophorus vespilloides Herbst, 1783 Coleoptera Silphidae Silpha carinata Herbst, 1783 Coleoptera Silphidae Thanatophilus sinuatus (Fabricius, 1775) Coleoptera Silvanidae Uleiota planata (Linnaeus, 1761) Coleoptera Staphylinidae Aleochara bipustulata (Linnaeus, 1760) Coleoptera Staphylinidae Anotylus rugosus (Fabricius, 1775) Coleoptera Staphylinidae Atheta sp. Thomson, 1858 Coleoptera Staphylinidae Brachygluta fossulata (Reichenbach, 1816) Coleoptera Staphylinidae Coprophilus striatulus (Fabricius, 1793) Coleoptera Staphylinidae Lesteva sp. Latreille, 1797 Coleoptera Staphylinidae Ocypus olens (O. F. Müller, 1764) Coleoptera Staphylinidae Othius laeviusculus Stephens, 1833 Coleoptera Staphylinidae Philonthus concinnus Coleoptera Staphylinidae Philonthus decorus (Gravenhorst, 1802) Coleoptera Staphylinidae Philonthus sanguinolentus (Gravenhorst, 1802) Coleoptera Staphylinidae Plataraea brunnea (Fabricius, 1798) Coleoptera Staphylinidae Proteinus brachypterus (Fabricius, 1792) Coleoptera Staphylinidae Tachyporus hypnorum (Fabricius, 1775) Coleoptera Staphylinidae Xantholinus linearis (Olivier, 1795)

FERME-ABEILLE-BIODIVERSITE – Rapport d’activité CERCOPE, 2015 Coleoptera Staphylinidae Xantholinus longiventris Heer, 1839 Coleoptera Tenebrionidae Lagria hirta (Linnaeus, 1758) Coleoptera Tenebrionidae Mycetochara linearis (Illiger, 1794) Coleoptera Throscidae Aulonothroscus brevicollis (Bonvouloir, 1859) Coleoptera Throscidae Trixagus dermestoides (Linnaeus, 1766) Coleoptera Trogidae Trox perlatus Goeze, 1777 Coleoptera Trogidae Trox scaber (Linnaeus, 1767) Dermaptera Forficulidae Forficula auricularia Linnaeus, 1758 Diptera Bibionidae Bibio johannis (Linnaeus, 1767) Diptera Bibionidae Bibio marci (Linnaeus, 1758) Robineau-Desvoidy, Diptera Calliphoridae Lucilia sp. 1830 Diptera Chloropidae Camarota curvipennis (Latreille, 1805) Diptera Conopidae Sicus ferrugineus (Linnaeus, 1761) Diptera Platystomatidae Platystoma seminationis (Fabricius, 1775) Diptera Rhagionidae Rhagio scolopaceus (Linnaeus, 1758) Diptera Sciomyzidae Trypetoptera punctulata (Scopoli, 1763) Diptera Stratiomyidae Chloromyia formosa (Scopoli, 1763) Diptera Syrphidae Callicera fagesii Guérin-Méneville, 1844 Diptera Syrphidae Episyrphus balteatus (De Geer, 1776) Diptera Syrphidae Eumerus sp. Meigen, 1822 Diptera Syrphidae Eupeodes corollae (Fabricius, 1794) Diptera Syrphidae Eupeodes latifasciatus (Macquart, 1829) Diptera Syrphidae Helophilus pendulus (Linnaeus, 1758) Diptera Syrphidae Melanostoma mellinum (Linnaeus, 1758) Diptera Syrphidae Paragus pecchiolii Rondani, 1857 Diptera Syrphidae Pipizella viduata (Linnaeus, 1758) Diptera Syrphidae Sphaerophoria scripta (Linnaeus, 1758) Hemiptera Acanthosomatidae Acanthosoma haemorrhoidale (Linnaeus, 1758) Hemiptera Acanthosomatidae Elasmostethus interstinctus (Linnaeus, 1758) Hemiptera Alydidae Camptopus lateralis (Germar, 1817) Hemiptera Anthocoridae Cardiastethus fasciiventris (Garbiglietti, 1869) Hemiptera Anthocoridae Orius niger (Wolff, 1811) Hemiptera Anthocoridae Temnostethus gracilis Horváth, 1907 Hemiptera Anthocoridae Temnostethus pusillus (Herrich-Schäffer, 1835) Hemiptera Aphrophoridae Aphrophora alni (Fallén, 1805) Hemiptera Aphrophoridae Philaenus spumarius (Linnaeus, 1758) Hemiptera Cercopidae Cercopis vulnerata Rossi, 1807 Hemiptera Cicadellidae Alebra sp. Fieber, 1872 Hemiptera Cicadellidae Allygus modestus Scott, 1876 Hemiptera Cicadellidae Aphrodes makarovi Zachvatkin, 1948 Hemiptera Cicadellidae Balclutha punctata (Fabricius, 1775) Hemiptera Cicadellidae Megophthalmus scanicus (Fallén, 1806) Hemiptera Cicadellidae Oncopsis carpini (Sahlberg, 1871) Hemiptera Cicadellidae Zygina sp. Fieber, 1866

FERME-ABEILLE-BIODIVERSITE – Rapport d’activité CERCOPE, 2015 Hemiptera Cixiidae Cixius distinguendus Kirschbaum, 1868 Hemiptera Cixiidae Cixius nervosus (Linnaeus, 1758) Hemiptera Cixiidae Tachycixius pilosus (Olivier, 1791) Hemiptera Coreidae Coreus marginatus (Linnaeus, 1758) Hemiptera Coreidae Syromastus rhombeus (Linnaeus, 1767) Hemiptera Corixidae Hesperocorixa sahlbergi (Fieber, 1848) Hemiptera Delphacidae Criomorphus albomarginatus Curtis, 1833 Hemiptera Delphacidae Dicranotropis hamata (Boheman, 1847) Hemiptera Delphacidae Javesella dubia (Kirschbaum, 1868) Hemiptera Delphacidae Javesella pellucida (Fabricius, 1794) Hemiptera Issidae Issus coleoptratus (Fabricius, 1781) Hemiptera Lygaeidae Beosus maritimus (Scopoli, 1763) Hemiptera Lygaeidae Cymus melanocephalus Fieber, 1861 Hemiptera Lygaeidae Drymus ryeii Douglas & Scott, 1865 Hemiptera Lygaeidae Nysius graminicola (Kolenati, 1845) Hemiptera Lygaeidae Peritrechus lundii (Gmelin, 1790) Hemiptera Lygaeidae Taphropeltus contractus (Herrich-Schäffer, 1835) Hemiptera Lygaeidae Tropistethus holosericus (Scholtz, 1846) Hemiptera Miridae Adelphocoris lineolatus (Goeze, 1778) Hemiptera Miridae Amblytylus nasutus (Kirschbaum, 1856) Hemiptera Miridae Capsus ater (Linnaeus, 1758) Hemiptera Miridae Charagochilus gyllenhalii (Fallén, 1807) Hemiptera Miridae Closterotomus norwegicus (Gmelin, 1790) Hemiptera Miridae Criocoris crassicornis (Hahn, 1834) Hemiptera Miridae Deraeocoris lutescens (Schilling, 1837) Hemiptera Miridae Deraeocoris ruber (Linnaeus, 1758) Hemiptera Miridae Dicyphus globulifer (Fallén, 1829) Hemiptera Miridae Harpocera thoracica (Fallén, 1807) Hemiptera Miridae Heterotoma planicornis (Pallas, 1772) Hemiptera Miridae Leptopterna dolabrata (Linnaeus, 1758) Hemiptera Miridae Liocoris tripustulatus (Fabricius, 1781) Hemiptera Miridae Lygocoris pabulinus (Linnaeus, 1761) Hemiptera Miridae Lygus pratensis (Linnaeus, 1758) Hemiptera Miridae Megaloceroea recticornis (Geoffroy, 1785) Hemiptera Miridae Miridius quadrivirgatus (A. Costa, 1853) Hemiptera Miridae Notostira erratica (Linnaeus, 1758) Hemiptera Miridae Orthops kalmii (Linnaeus, 1758) Hemiptera Miridae Plagiognathus arbustorum (Fabricius, 1794) Hemiptera Miridae Stenodema laevigata (Linnaeus, 1758) Hemiptera Miridae Stenotus binotatus (Fabricius, 1794) Hemiptera Nabidae Himacerus apterus (Fabricius, 1798) Hemiptera Nabidae Himacerus mirmicoides (O. Costa, 1834) Hemiptera Nabidae Nabis rugosus (Linnaeus, 1758) Hemiptera Pentatomidae Aelia acuminata (Linnaeus, 1758) Hemiptera Pentatomidae Eysarcoris aeneus (Scopoli, 1763)

FERME-ABEILLE-BIODIVERSITE – Rapport d’activité CERCOPE, 2015 Hemiptera Pentatomidae Holcostethus strictus vernalis (Wolff, 1804) Hemiptera Pentatomidae Palomena prasina (Linnaeus, 1761) Hemiptera Pentatomidae Pentatoma rufipes (Linnaeus, 1758) Hemiptera Piesmatidae Piesma maculatum (Laporte de C., 1833) Hemiptera Thyreocoridae Thyreocoris scarabaeoides (Linnaeus, 1758) Hemiptera Tingidae Derephysia foliacea (Fallén, 1807) Hymenoptera Apidae Andrena cinerea Brullé, 1832 Hymenoptera Apidae Apis mellifera Linnaeus, 1758 Hymenoptera Apidae Melitta sp. Kirby, 1802 Hymenoptera Apidae Nomada fabriciana (Linnaeus, 1767) Hymenoptera Argidae Arge ochropus (Gmelin, 1790) Hymenoptera Chrysididae Cleptes pallipes Lepeletier, 1806 Hymenoptera Chrysididae Trichrysis cyanea (Linnaeus, 1758) Hymenoptera Formicidae Lasius niger (Linnaeus, 1758) Hymenoptera Tenthredinidae Tenthredo mesomela Linnaeus, 1758 Hymenoptera Vespidae Vespula vulgaris (Linnaeus, 1758) Lepidoptera Lycaenidae Aricia agestis (D. & S., 1775) Lepidoptera Nymphalidae Aglais io (Linnaeus, 1758) Lepidoptera Nymphalidae Aphantopus hyperantus (Linnaeus, 1758) Lepidoptera Nymphalidae Pararge aegeria (Linnaeus, 1758) Lepidoptera Nymphalidae Polygonia c-album (Linnaeus, 1758) Lepidoptera Nymphalidae Vanessa atalanta (Linnaeus, 1758) Lepidoptera Papilionidae Iphiclides podalirius (Linnaeus, 1758) Lepidoptera Pieridae Colias crocea (Geoffroy in F., 1785) Lepidoptera Pieridae Gonepteryx rhamni (Linnaeus, 1758) Lepidoptera Pieridae Pieris napi (Linnaeus, 1758) Lepidoptera Pieridae Pieris rapae (Linnaeus, 1758) Mecoptera Panorpidae Panorpa communis Linnaeus, 1758 Mecoptera Panorpidae Panorpa germanica Linnaeus, 1758 Neuroptera Hemerobiidae Micromus variegatus (Fabricius, 1793) Odonata Calopterygidae Calopteryx virgo (Linnaeus, 1758) Orthoptera Acrididae Chorthippus biguttulus (Linnaeus, 1758) Orthoptera Acrididae Gomphocerippus rufus (Linnaeus, 1758) Orthoptera Gryllidae Modicogryllus bordigalensis (Latreille, 1804) Orthoptera Gryllidae Nemobius sylvestris (Bosc, 1792) Orthoptera Tetrigidae Tetrix undulata (Sowerby, 1806) Orthoptera Tettigoniidae Leptophyes punctatissima (Bosc, 1792) Orthoptera Tettigoniidae Meconema thalassinum (De Geer, 1773) Phasmida Bacillidae Clonopsis gallica (Charpentier, 1825) Psocodea Psocidae Psococerastis gibbosa (Sulzer, 1776)

Araneae Anyphaenidae Anyphaena accentuata (Walckenaer, 1802) Araneae Araneidae Araneus diadematus Clerck, 1758 Araneae Araneidae Araniella opisthographa (Kulczynski, 1905) Araneae Araneidae Argiope bruennichi (Scopoli, 1772)

FERME-ABEILLE-BIODIVERSITE – Rapport d’activité CERCOPE, 2015 Araneae Araneidae Gibbaranea gibbosa (Walckenaer, 1802) Araneae Araneidae Mangora acalypha (Walckenaer, 1802) Araneae Dictynidae Dictyna arundinacea Linnaeus, 1758 Araneae Linyphiidae Leptyphantes sp. Thorell, 1869 Araneae Linyphiidae Linyphia triangularis (Clerck, 1758) Araneae Linyphiidae Microlinyphia pusilla (Sundevall, 1829) Araneae Lycosidae Trochosa terricola Thorell, 1856 Araneae Philodromidae Tibellus oblongus (Walckenaer, 1802) Araneae Pisauridae Pisaura mirabilis (Clerck, 1758) Araneae Tetragnathidae Metellina mengei (Blackwall, 1869) Araneae Tetragnathidae Pachygnatha degeeri Sundevall, 1829 Araneae Theridiidae Enoplognatha latimana Hippa & Oksala, 1982 Araneae Thomisidae Diaea dorsata (Fabricius, 1777) Araneae Thomisidae Ebrechtella tricuspidata (Fabricius, 1775) Araneae Thomisidae Misumena vatia (Clerck, 1758) Araneae Thomisidae Pistius truncatus (Pallas, 1772) Araneae Thomisidae Synema globosum (Fabricius, 1775) Araneae Thomisidae Xysticus audax (Schrank, 1803) Araneae Thomisidae Xysticus kochi Thorell, 1872 Araneae Thomisidae Xysticus ulmi (Hahn, 1831) Ixodida Amblyommidae Dermacentor reticulatus (Fabricius, 1794) Opiliones Phalangiidae Phalangium opilio Linnaeus, 1761

Glomerida Glomeridae Glomeris marginata (Villers, 1789)

Isopoda Armadillidiidae Armadillidium vulgare (Latreille, 1804) Isopoda Oniscidae Oniscus asellus Linnaeus, 1758 Isopoda Philosciidae Philoscia muscorum (Scopoli, 1763) Isopoda Porcellionidae Porcellio scaber Latreille, 1804

Vieux chêne se décomposant dans le boisement des Valencins.

FERME-ABEILLE-BIODIVERSITE – Rapport d’activité CERCOPE, 2015 - 46 -

3.5 - STATION 3 : LE SUBDRAY (Lycée agricole LEGTA)

3.5.1 - Résultats / Discussion

Lors de cette campagne 2015, 4927 spécimens d’insectes (4994 en incluant tous les arthropodes) ont été capturés sur la station du Subdray. Ces collectes issues du piégeage et du fauchage ont permis d’identifier 312 espèces d’insectes et 22 autres arthropodes.

Tableau IV. Résultats des collectes effectuées sur la station 3 (Le subdray) Nb d'individus Nb d'espèces Remarques espèces Coléoptères 781 154 Hémiptères 357 91 dont 70 Hétéroptères Orthoptères 64 19 Hyménoptères 1446 15 Lépidoptères 78 15 Diptères 2193 13 dont 5 Syrphidae Autres ordres d'insectes 8 5 Autres arthropodes 67 22 dont 20 Araneae

TOTAL insectes 4927 312 TOTAL arthropodes 4994 334

Avec 312 espèces d’insectes inventoriées, la faune entomologique de la station du Subdray apparaît toute aussi riche que celle des deux autres stations. Comme pour les autres sites, les groupes les plus représentés en termes d’effectifs demeurent les Diptères et les Hyménoptères. Toutefois, on notera que le nombre de spécimens collectés de Coléotères est 3 à 4 fois moins important que sur les autres stations, et ce pour un nombre final d’espèces identifiées équivalent. Ceci pourrait s’expliquer par les éléments suivants : d’une part, hormis la présence de quelques bruches liées aux Fabaceae, aucune espèce pullulant dans les cultures n’a été collectée en nombre, comme ce fut le cas à proximité des champs de Colza des stations 1 et 2. D’autre part, la végétation rase et clairsemée, souvent coriace et épineuse, ne permet de collecter que peu d’espèces au fauchage. Enfin, les pelouses calcaires étant des milieux « pauvres » abritant une faune très originale, la diversité spécifique du site est sans doute particulièrement élevée au regard des faibles effectifs évoluant dans ces milieux ingrats.

La station 3 ne semble pas particulièrement riche en syrphes (seulement 5 espèces inventoriées), mais elle paraît abriter plus d’Hyménoptères et de Lépidoptères que les autres stations. Ces derniers butinent les nombreuses fleurs de carlines, de vipérines ou de chardons présentes sur le site, participant accessoirement à la pollinisation des cultures attenantes.

Les zones herbacées prospectées, effectuant la transition entre la pelouse calcaire et les cultures, se sont avérées riches en Orthoptères (19 espèces). Les milieux xérophiles calcicoles sont en effet propices à ces insectes, a fortiori lorsque la végétation est rase suite au pâturage ou lorsque la roche affleure. D’une manière générale, à l’image des cortèges saproxyliques et arboricoles de la station de Saint-Caprais, l’originalité des cortèges d’insectes inventoriés au Subdray est essentiellement due à la nature du biotope naturel et de la végétation qui y pousse. Les taxa observés les plus remarquables présentent donc pour la plupart une tendance forte sinon à la calcarophilie, du Fig 4 . Proportion des différents ordres inventoriés sur la station 3. moins à la xéro/thermophilie.

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3.5.2 – Les espèces remarquables

Si la station du Subdray est probablement l’habitat étudié le plus original d’un point de vue écologique, du moins dans nos régions, c’est aussi la station sur laquelle le plus d’insectes peu communs ont été observés, 19 espèces remarquables y ayant été inventoriés :

Ordre Famille Espèce DZ LR If Ipn ADE Remarques

Coleoptera Carabidae Lebia cruxminor DZ assez rare prédateur Coleoptera Cerambycidae Chlorophorus glabromaculatus peu commun saproxylophage feuillus Coleoptera Curculionidae Foucartia cremieri peu commun xérophile calcarophile Coleoptera Oedemeridae Ischnomera caerulea 2 2 localisé saproxylophage feuillus Diptera Syrphidae Pipizella divicoi assez rare abondant sur le site Hemiptera Alydidae Alydus calcaratus localisé xérophile Hemiptera Berytidae Berytinus crassipes rare xérophile Hemiptera Berytidae Berytinus hirticornis peu commun xérophile Hemiptera Coreidae Arenocoris waltlii assez rare xérophile, sur Erodium Hemiptera Cydnidae Cydnus aterrimus assez rare xérophile (sur euphorbes) Hemiptera Cydnidae Ochetostethus nanus peu commun xéro-géophile Hemiptera Lygaeidae Emblethis denticollis peu commun xérophile Hemiptera Lygaeidae Graptopeltus lynceus peu commun xérophile Hemiptera Miridae Leptopterna ferrugata peu commun xérophile calcarophile Hemiptera Pentatomidae Ancyrosoma leucogrammes assez rare xérophile (Apiaceae) Hemiptera Thyreocoridae Thyreocoris scarabaeoides sporadique difficile à observer Lepidoptera Zygaenidae Aglaope infausta NT localisé méridional ( Prunus spinosa ) Orthoptera Acrididae Stenobothrus lineatus NT localisé xérophile Orthoptera Tettigoniidae Bicolorana bicolor DZ VU assez rare xérophile en régression

En gras : taxon faisant l’objet d’une fiche descriptive ; DZ = déterminant ZNIEFF ; LR = Liste Rouge régionale (NT=quasi-menacé, VU=vulnérable) ; ADE = "à dire d'experts" (articles et ouvrages de référence, comm. pers) ; Indices saproxyliques de Brustel / Irstea : If = indice de fonctionnalité (maximum de 3) ; Ipn = indice de patrimonialité pour la moitié nord de la France (maximum de 4).

Comme indiqué précédemment, on constate immédiatement que la grande majorité des insectes remarquables inventoriés sont typiques des milieux secs et bien ensoleillés, caractéristiques souvent communes aux pelouses calcaires et aux milieux sabulicoles, qui possèdent un fort pouvoir drainant. Topologiquement parlant, la pelouse du lycée agricole se situe en contrebas d’une vaste zone de culture intensive, ce qui aurait pu laisser craindre un appauvrissement de l’entomofaune du milieu, provoqué par les intrants agricoles. Le maintien de ces cortèges originaux sur une si petite surface pourrait donc avoir pour origine la nature calcaire et poreuse des horizons de surface, grâce auxquels les eaux de ruissellement s’infiltreraient avant d’atteindre les secteurs les plus xériques.

Parmi les Diptères Syrphidae, groupe prioritairement ciblé lors de cette étude, très peu d’espèces ont été observées sur le site mais un taxon peu connu en France s’est avéré très abondant : Pipizella divicoi (voir page suivante). Les cortèges d’Hétéroptères xérophiles (punaises), très bien représentés dans la liste des espèces remarquables, sont apparus très riches en termes de diversité. Ces insectes suscitant souvent peu d’intérêt chez les naturalistes constituent pourtant de bons indicateurs de l’intégrité des milieux, au même titre que les Coléoptères, en particulier sur les pelouses calcaires. On notera par exemple la présence d’ Ancyrosoma leucogrammes , dont le Subdray constitue l’une des stations les plus orientales de la moitié nord de la France, ainsi que d’un certain nombre d’espèces géophiles peu communes ( Ochetostethus, Emblethis, Graptopeltus ) ou encore de Cydnus aterrimus , commun sur les euphorbes du littoral atlantique mais excessivement plus rare à l’intérieur des terres.

Sans détailler toutes les espèces intéressantes contactées sur cette 3 ème station (et toutes celles probablement présentes restant à découvrir), on ne peut qu’insister sur la valeur patrimoniale de ce milieu, malheureusement réduit à « peau de chagrin » et totalement isolé. A l’image de sa flore, ce type d’habitat enrichit notablement la biodiversité locale et doit dès lors être précieusement sauvegardé.

FERME-ABEILLE-BIODIVERSITE – Rapport d’activité CERCOPE, 2015 - 48 -

Pipizella divicoi (Linnaeus, 1758) Carte de répartition de Pipizella divicoi

Statut : espèce méconnue sans doute assez rare , voire rare. Nouvelle pour la région et la majeure partie de la moitié nord de la France.

Distribution : Bien que sa répartition en France soit encore largement à préciser, cette espèce méridionale et centrale semble présente dans une grande partie du pays. Sa répartition, qui n’atteint pas les Îles Britaniques ni la Scandinavie au nord, s’étend du sud des Pays-Bas à la côte méditerranéenne espagnole, et du nord de la France à l’Italie jusqu’en europe centrale à l’est [SPEIGHT , 2012]. Dans la moitié nord de la France, Pipizella divicoi est au moins présente en Alsace et considérée « quasi-menacée » (NT) sur la Liste Rouge de la région [T REIBER et al. 2015, en ligne], mais sa présence est aussi établie sur Source : SYRPHID les côtes bretonnes, dans le Finistère [COURTIAL (coord.), 2013].

Description / confusion possible : Les Pipizella sont de petits syrphes noirs impossibles à identifier sur le terrain ou sur photos. Tous les représentants du genre se caractérisent par un 3 ème article antennaire allongé, une face dépourvue de calus et une nervation alaire particulière. La détermination des espèces nécessite ensuite l’extraction et l’étude des génitalias mâles, ceux de Pipizella divicoi présentant un epandrium particulièrement large. On notera par ailleurs que la plupart des individus possèdent un sternite III très étroit, plus de trois fois plus large que la longueur médiane du sclérite [VAN VEEN , 2010 ; VAN STEENIS & LUCAS , 2011 ; SPEIGHT & SARTHOU , 2012]. La difficulté d’identification des Pipizella et la nécessité de les disséquer pour identifier les différentes espèces est sans doute l’une des raisons pour lesquelles il existe peu de données fiables disponibles pour ce groupe. Taille : 6 - 7 mm.

Biologie / écologie : D’après les éléments de la base de données européennes Syrph the Net [SPEIGHT et al., 2012], P. divicoi est une espèce des pelouses sèches bien drainées, garrigues, pâturages et autres milieux ouverts ras tels que celui bordant les cultures de la station du Subdray. L’auteur insiste par ailleurs sur la présence nécessaire de petits buissons ou d’arbustes tels que Prunus spinosa , Crataegus ou Rosa spp. L’espèce vole rapidement et très près du sol parmi la végétation clairsemée, visitant les fleurs des strates végétales les plus basses. Les mœurs exactes des larves sont encore inconnues, mais les adultes s’observent pour l’essentiel en mai et juin.

Menaces / mesures de conservation : espèce semble-t-il assez rare, voire rare dans la région, et par conséquent potentiellement menacée. SPEIGHT (2012) précise que l’espèce disparaît lorsque les prairies sèches qu’elle fréquente sont irriguées. Comme pour les autres espèces xérophiles observées sur le site, il convient donc de veiller à conserver le caractère xérique du secteur. Enfin, P. divicoi évoluant dans les milieux présentant une végétation rase, on peut penser que le pâturage extensif des moutons est un facteur très favorable à l’espèce, ce dernier empêchant l’embroussaillement et la fermeture du milieu.

Abondance sur le site : Si les observations de l’espèce apparaissent particulièrement peu nombreuses dans la moitié nord de la France (jusqu’à présent connue de seulement deux départements), cette dernière s’est avérée paradoxalement très abondante sur la station. Une centaine d’individus ont en effet été inventoriés, chiffre ne reflétant de surcroît que la moitié des effectifs puisque seuls les mâles sont identifiables avec certitude. On notera par ailleurs que la totalité des individus a été collectée grâce aux pièges jaunes, ce qui Photo : Cyrille Dussaix [source : confirme le fort caractère butineur des insectes et donc leur rôle d’auxiliaire dans Syrphidae Europenses , en ligne : la pollinisation des cultures. www.cyrille.dussaix.perso-orange.fr]

Bibliographie espèce :

SPEIGHT (M.C.D.), 2012. – Species accounts of European Syrphidae (Diptera). Syrph the Net, the database of European Syrphidae , vol. 69. Syrph the Net publications, Dublin. 296 p.

SPEIGHT (M.C.D.) & SARTHOU (J.-P.), 2012. - StN keys for the identification of adult european Syphidae (Diptera) / Clés StN pour l’identification des adultes de Syrphidae (Diptera). Syrph the Net : the database of European Syrphidae , Vol 70. Syrph the Net publications, Dublin. 130 p.

VAN STEENIS (J.) & LUCAS (J. A.W.), 2011. - Revision of the West-Palearctic species of Pipizella Rondani, 1856. Dipterists Digest, 18 : 127-180.

VAN VEEN (M.P.), 2010. - Hoverflies of Northwest Europe . KNNV publishing, 2nd ed. 247 p.

FERME-ABEILLE-BIODIVERSITE – Rapport d’activité CERCOPE, 2015 - 49 -

Lebia cruxminor (Linnaeus, 1758)

Statut : Espèce déterminante ZNIEFF . Assez rare dans la région, première mention pour le Cher.

Distribution : Ce joli petit carabique est répandu dans presque toute la France mais, semble-t-il, jamais commun. A notre connaissance, il n’est connu dans la région que de trois données et n’avait jamais été cité dans le département du Cher (non mentionné dans le catalogue partiel de LESIMPLE & PERU , 2000). L’espèce est ainsi signalée dans le Loiret, en bord de Loire [T HERY in SECCHI et al., 2010], en Loir-et- Cher dans les Prairies du Fouzon (SALLE / INPN, 2006) et en Indre-et-Loire sur les Pelouses de Bléré [DAMOISEAU in SALLE (coord.), 2011].

Description / confusion possible : la large silhouette, l’aspect brillant et la coloration singulière de cette espèce rend toute confusion impossible. Le pronotum et les élytres sont rougeâtres et ces derniers arborent une tache noire en forme de croix dont la branche verticale se réduit à la suture au niveau du tiers basal. Les appendices sont eux-aussi bicolores et la tête est uniformément noire [J EANNEL , 1942 ; COULON et al., 2012]. Taille : 5.5 - 7 mm

Biologie / écologie : Comme la plupart des Carabidae, Lebia cruxminor est un prédateur de petits invertébrés mous, en particulier de larves de chrysomèles. L’espèce fréquente les milieux sablonneux bien ensoleillés et les lisières des bois, dans lesquels on la rencontre sous les pierres, sous les amas végétaux, ou au contraire sur les fleurs ou le feuillage des arbustes. A l’image des nombreux Carabidae passant l’hiver à l’état adulte, Lebia cruxminor est potentiellement visible toute l’année [J EANNEL , 1942 ; FOREL & LEPLAT , 2003].

Menaces / mesures de conservation : Bien qu’assez rare, l’espèce ne semble pas menacée dans la région. En effet, le régime mixte des prédateurs leur confère une plasticité écologique que ne possèdent pas les espèces phytophages inféodées à une plante-hôte. Sur la station du Subdray, seuls les produits phytosanitaires employés dans les cultures voisines sont donc susceptibles de nuire à l’espèce.

Abondance sur le site : un seul individu collecté au piège Malaise.

Chlorophorus glabromaculatus (Linnaeus, 1758) Syn. : Chlorophorus pilosus f. glabromaculatus auct.

Statut : peu commun dans la région. Indices saproxyliques de Brustel : If=2 + Ipn=2 ‰ valeur bioindicatrice de 4/7.

Distribution : Répandu dans toute l’Europe méridionale. En France, plus rare dans la moitié nord. L’espèce semble présente dans tous les départements de la région mais les données sont peu nombreuses.

Description / confusion possible : Espèce couverte d’une pubescence jaunâtre présentant quatre taches noires dénudées sur chaque élytre : 3 disposées longitudinalement sur le disque et 1 plus petite au niveau du calus huméral. C. glabromaculatus est très proche de C. glaucus (= ancien pilosus ), qui possède une tache supplémentaire sur chaque élytre, mais ce dernier se cantonne à la zone méditerranéenne. Taille : 9 - 18 mm.

Biologie / écologie : C. glabromaculatus est une espèce xylophage recherchant les bois les plus vieux, surtout si ceux-ci sont très secs. Polyphages, les larves se développent sur un grand nombre d’essences : chênes, châtaigniers, ormes, érables, saules, frênes, pommiers, poiriers, arbres fruitiers divers, etc. [SAMA , 2002 ; BERGER , 2012]. Le cycle biologique est de deux ans. Les adultes se rencontrent de mai à août courant sur le bois mort ou visitant les fleurs, surtout celles formant des ombelles [BERGER 2012].

Menaces / mesures de conservation : Globalement, l’espèce ne semble pas menacée dans la région. Cependant, comme tous les saproxyliques, son maintien peut être favorisé par la présence de bois mort ou sénescent. On notera par ailleurs que d’autres saproxyliques ont été observés sur le site, parfois localisés ( Ischnomera coerulea ).

Abondance sur le site : un seul individu collecté au piège Malaise.

FERME-ABEILLE-BIODIVERSITE – Rapport d’activité CERCOPE, 2015 - 50 -

Berytinus crassipes (Linnaeus, 1758)

Statut : Espèce rare partout en France [PERICART , 1984], nouvelle pour la région et pour une grande partie de la moitié nord de la France.

Distribution : Berytinus crassipes est une espèce euro-sibérienne présente du sud de la Scandinavie aux régions méditerranéennes. En France comme ailleurs, sa rareté et le peu de données existantes ne permettent pas de se faire une idée de sa répartition exacte. Dès 1881, PUTON indiquait que l’espèce « paraissait très rare dans notre pays », n’ayant jamais vu qu’un exemplaire en provenance d’Alsace. D’après notre base de données et nos recherches bibliographiques, l’espèce n’avait jamais été citée en région Centre-Val de Loire et les deux mentions les plus proches (à Fontainebleau et dans le Puy-de-Dôme) ont plus d’un demi-siècle [P ERICART , 1984]. Cette grande rareté apparente pourrait cependant s’expliquer, au moins pour partie, par une pression de prospection insuffisante due à un manque d’intérêt pour ce groupe très homogène.

Description / Confusion possible : Parfois nommées « punaises échassières », les Berytidae sont d’étranges punaises étroites, possédant des pattes particulièrement longues et des antennes coudées. Le Genre Berytinus se caractérise par la présence d’une excroissance plus ou moins longue sur le front et un 2 ème article antennaire nettement plus court que le 4 ème . Berytinus crassipes se distingue des autres espèces grâce à sa petite taille, son processus frontal court et surtout l’extrémité de ses fémurs et du 2 ème article des antennes noircie et nettement renflée. Quelle que soit l’espèce, les Berytidae sont des insectes présentant une morphologie très homogène et nécessitant, pour être identifié avec certitude, une observation minutieuse à fort grossissement. Ceci est particulièrement vrai pour les groupes de petite taille tels que les Berytinus , pour lesquels il est préférable de vérifier les pièces génitales. Taille : 4.3 - 5.8 mm.

Biologie / écologie : Berytinus crassipes se rencontre dans les habitats herbeux secs (ou temporairement humides) comme les pelouses calcaires ou sablonneuses. Cette espèce xérophile semble être liée aux Caryophyllacées telles que les céraistes, en particulier Cerastium vulgatum , même si le Brachypode penné (Brachypodium pinnatum ), une Poaceae, est aussi citée comme plante-hôte par certains auteurs. D’autres observations associent l’espèce aux callunes ou à quelques autres plantes, mais la présence de l’insecte sur ces supports est sans doute accidentelle. Les larves se développent de juin à août et les adultes apparaissent en juillet- août. Les adultes hiverneront dans la mousse ou aux pieds des plantes herbacées, avant de sortir de leur diapose au printemps. Après l’accouplement, la ponte s’effectue de fin mai à fin juillet. Les femelles déposent alors une vingtaine d’oeufs sur les feuilles de Cerastium ou sur l’herbe sèche [PERICART , 1984 ; WACHMANN et al ., 2007].

Menaces / mesures de conservation : Etant donnée le peu de données disponibles sur cette espèce, il est très difficile de statuer sur sa vulnérabilité dans la région ou sur le site du Subdray. Comme pour les autres espèces xérophiles et calcarophiles contactées sur le site, dont les exigences écologiques sont généralement étroites, le principal élément qui pourrait menacer B. crassipes demeure la petite taille et l’isolement total de cette petite pelouse calcaire relictuelle. En effet, plus un habitat est confiné, plus l’équilibre de sa biocénose est lui-même fragilisé, avec notamment le risque de voir disparaître certaines plante-hôtes.

Abondance sur le site : au cours de cette saison d’inventaire, un seul exemplaire de B. crassipes a été collecté au fauchage. Il n’est cependant pas impossible que d’autres individus aient été collectés, ces insectes étant souvent difficiles à distinguer au fond du filet fauchoir Répartition de B. crassipes d’après PERICART (1984) au milieu des graines de Poaceae et des fragments végétaux secs ayant souvent la même coloration. Bibliographie espèce :

AUKEMA (B.) & RIEGER (C.) (editors), 1999. - Catalogue of the Heteroptera of the Palaearctic Region. Volume 4 : Pentatomorpha I (Aradidae to Pyrrhocoridae). Netherlands Entomological Society, Wageningen, The Netherlands. 346 p.

PERICART (J.), 1984. – Hémiptère Berytidae euro-méditerranéens. Faune de France 70. Fédération Française des Sociétés de Sciences Naturelles, Paris. 171p. + 2 pl. h.t.

WACHMANN (E.), MELBER (A.) & DECKERT (J.), 2007. – Wanzen . Band 3. Die Tierwelt Deutschlands Begründet 1925 von Friedrich Dahl 75, 77, 78, 81 und 82 Teil. Goecke & Evers, Keltern. 272 p.

FERME-ABEILLE-BIODIVERSITE – Rapport d’activité CERCOPE, 2015 - 51 -

Ancyrosoma leucogrammes (Gmelin, 1790)

Statut : espèce méridionale rare et très localisée dans la région.

Distribution : A. leucogrammes est un exemple intéressant d’espèce méridionale remontée vers la nord à la faveur du réchauffement climatique, mais aussi un exemple du fossé qui peut longtemps perdurer entre les répartitions théoriques indiquées par la littérature et les observations constatées sur le terrain. Dans son article consacré à l’espèce, LUPOLI (1990) considère cette dernière comme strictement méditerranéenne. Trois ans plus tard, le même auteur signalait l’espèce sur la façade atlantique jusqu’en Loire-Atlantique, mais toujours près du littoral [L UPOLI , 1993]. Cette répartition a malheureusement été reprise tel quel dans la Faune de France de PERICART (2010), alors que la présence de l’espèce était attestée depuis longtemps en région Centre, jusque dans le Cher [DAMOISEAU , SALLE & SCHAEFFER leg .]. Ces données ont depuis été intégrées au récent ouvrage de LUPOLI & DUSOULIER (2015) et il apparaît probable que A. leucogrammes ait peu à peu remonté les rives sableuses de la Loire, puis du Cher et enfin de L’Arnon pour s’observer aussi loin du littoral (L UPOLI comm. pers). Dans la région, l’espèce est aujourd’hui connue de l’Indre-et- Loire (Bléré, Ferrière-Larçon, Savigny-en-Véron) et du Cher (Dun-sur- Auron, Lunery et Le Subdray). L’espèce demeure donc encore rare et très localisée, cantonnée aux habitats qui lui sont favorables et accessibles.

Description / Confusion possible : espèce inconfondable (adulte comme juvénile). Taille : 6 - 7.5 mm.

Biologie / écologie : A. leucogrammes affectionne les pelouses et affleurements calcaires bien exposés, les prairies sèches et les milieux xérophiles sablonneux. Les juvéniles se développent sur les petites Apiaceae calcarophiles telles que Tordylium maximum, Torilis arvensis ou tout simplement Daucus carotta. Les adultes granivores ponctionnent les graines sèches des plantes-hôtes |LUPOLI & DUSOULIER , 2015]. La ponte s’effectue sur les tiges et les pédicelles des feuilles des plantes-hôtes, les œufs étant généralement disposée par 6 en deux rangées parallèles. Il n’y a qu’une génération par an et les juvéniles côtoient souvent les adultes [PERICART , 2010].

Menaces / mesures de conservation : identiques à l’espèce précédente.

Abondance sur le site : l’espèce semble abondante sur le site puisque qu’une dizaine d’individus (larves et imagos) ont été collectés en juillet lors du fauchage du transect longeant la zone de culture.

Bicolorana bicolor (Philippi, 1830)

Statut : espèce déterminante ZNIEFF , Liste Rouge = EN . Assez rare et en régression. En limite ouest de répartition.

Distribution : Espèce continentale absente de la moitié ouest de la France. En région Centre-Val de Loire, sa limite de répartition passe par l’Eure-et- Loir, le Loir-et-Cher et l’Indre. Nos observations font état de sa présence sur une dizaine de stations, essentiellement en Loir-et-Cher et Eure-et-Loir. Dans le Cher, nous ne la connaissions que d’Allouis (PRATZ comm. pers).

Description / Confusion possible : la Decticelle bicolore est une sauterelle vert pâle présentant une bande brune sur la région dorsale de l’abdomen et du pronotum (certains individus pouvant cependant être entièrement testacés). L’espèce est généralement brachyptère mais des formes macroptères peuvent parfois s’observer. Taille : 15 - 18 mm.

Biologie / écologie : Bicolorana bicolor est une espèce thermophile des prairies et pelouses sèches à végétation herbacée haute (en particulier à fétuques et à brômes). Les adultes se rencontrent de juillet à septembre.

Menaces / mesures de conservation : Dans la moitié nord de la France, l’espèce régresse fortement à cause du morcellement de ses habitats. Dans la région, elle ne subsiste plus que par petites populations. L’espèce exige en effet des milieux ouverts et n’a pas la possibilité de se maintenir dans les habitats transitoires tels que les friches et les brousailles, à la différence des autres Orthoptères xérothermophiles [LIANA , 1987].

Abondance sur le site : un seul individu collecté lors du fauchage du transect herbacé.

FERME-ABEILLE-BIODIVERSITE – Rapport d’activité CERCOPE, 2015 - 52 -

3.5.3 - Liste totale des espèces observées sur la station 3 du Subdray:

ORDRE FAMILLE ESPECE DESCRIPTEUR

Blattodea Blattellidae Ectobius vinzi Maurel, 2012 Coleoptera Anthicidae Anthicus antherinus (Linnaeus, 1761) Coleoptera Attelabidae Rhynchites auratus (Scopoli, 1763) Coleoptera Attelabidae Tatianaerhynchites aequatus (Linnaeus, 1767) Coleoptera Brentidae Ceratapion onopordi (W. Kirby, 1808) Coleoptera Brentidae Exapion ulicis (Forster, 1771) Coleoptera Brentidae Oxystoma cerdo (Gerstaecker, 1854) Coleoptera Brentidae Protapion fulvipes (Geoffroy, 1785) Coleoptera Brentidae Protapion nigritarse (W. Kirby, 1808) Coleoptera Brentidae Protapion trifolii (Linnaeus, 1768) Coleoptera Brentidae Pseudostenapion simum (Germar, 1817) Coleoptera Buprestidae Agrilus angustulus (Illiger, 1803) Coleoptera Buprestidae Agrilus laticornis (Illiger, 1803) Coleoptera Byrrhidae Byrrhus pilula (Linnaeus, 1758) Coleoptera Cantharidae Cantharis lateralis Linnaeus, 1758 Coleoptera Cantharidae Cantharis livida Linnaeus, 1758 Coleoptera Cantharidae Cantharis rustica Fallén, 1807 Coleoptera Cantharidae Malthinus seriepunctatus Kiesenwetter, 1852 Coleoptera Cantharidae Rhagonycha fulva (Scopoli, 1763) Coleoptera Cantharidae Rhagonycha lignosa (O. F. Müller, 1764) Coleoptera Carabidae Amara aenea (De Geer, 1774) Coleoptera Carabidae Amara aulica (Panzer, 1797) Coleoptera Carabidae Amara ovata (Fabricius, 1792) Coleoptera Carabidae Amara similata (Gyllenhal, 1810) Coleoptera Carabidae Anchomenus dorsalis (Pontoppidan, 1763) Coleoptera Carabidae Brachinus crepitans (Linnaeus, 1758) Coleoptera Carabidae Carabus violaceus Linnaeus, 1758 Coleoptera Carabidae Harpalus affinis (Schrank, 1781) Coleoptera Carabidae Harpalus dimidiatus (P. Rossi, 1790) Coleoptera Carabidae Lebia cruxminor (Linnaeus, 1758) Coleoptera Carabidae Nebria salina Fairmaire & L., 1854 Coleoptera Carabidae Ophonus azureus (Fabricius, 1775) Coleoptera Carabidae Ophonus puncticeps Stephens, 1828 Coleoptera Carabidae Parophonus maculicornis (Duftschmid, 1812) Coleoptera Carabidae Poecilus cupreus (Linnaeus, 1758) Coleoptera Carabidae Pseudoophonus rufipes (De Geer, 1774) Coleoptera Carabidae Trechus quadristriatus (Schrank, 1781) Coleoptera Cerambycidae Calamobius filum (Rossi, 1790) Coleoptera Cerambycidae Chlorophorus glabromaculatus (Goeze, 1777) Coleoptera Cerambycidae Dinoptera collaris (Linnaeus, 1758) Coleoptera Cerambycidae Pseudovadonia livida (Fabricius, 1776)

FERME-ABEILLE-BIODIVERSITE – Rapport d’activité CERCOPE, 2015 Coleoptera Chrysomelidae Altica oleracea (Linnaeus, 1758) Coleoptera Chrysomelidae Bruchidius bimaculatus (Olivier, 1795) Coleoptera Chrysomelidae Bruchidius varius (Olivier, 1795) Coleoptera Chrysomelidae Bruchus rufimanus Bohemann, 1833 Coleoptera Chrysomelidae Chaetocnema concinna (Marsham, 1802) Coleoptera Chrysomelidae Chaetocnema hortensis (Geoffroy, 1785) Coleoptera Chrysomelidae Clytra laeviuscula Ratzeburg, 1837 Coleoptera Chrysomelidae Cryptocephalus aureolus Suffrian, 1847 Coleoptera Chrysomelidae Cryptocephalus bipunctatus (Linnaeus, 1758) Coleoptera Chrysomelidae Cryptocephalus moraei (Linnaeus, 1758) Coleoptera Chrysomelidae Epitrix pubescens (Koch, 1803) Coleoptera Chrysomelidae Hypocassida subferruginea (Schrank, 1776) Coleoptera Chrysomelidae Longitarsus dorsalis (Fabricius, 1781) Coleoptera Chrysomelidae Longitarsus jacobaeae (Waterhouse, 1858) Coleoptera Chrysomelidae Oulema duftschmidi (Redtenbacher, 1874) Coleoptera Chrysomelidae Oulema gallaeciana (Heyden, 1879) Coleoptera Chrysomelidae Oulema melanopus (Linnaeus, 1758) Coleoptera Chrysomelidae Pachybrachis tessellatus (G. A. Olivier, 1791) Coleoptera Chrysomelidae Phyllotreta atra (Fabricius, 1775) Coleoptera Chrysomelidae Phyllotreta cruciferae (Goeze, 1777) Coleoptera Chrysomelidae Phyllotreta ochripes (Curtis, 1837) Coleoptera Chrysomelidae Phyllotreta undulata Kutschera, 1860 Coleoptera Chrysomelidae Psylliodes chrysocephalus (Linnaeus, 1758) Coleoptera Chrysomelidae Sermylassa halensis (Linnaeus, 1767) Coleoptera Chrysomelidae Smaragdina affinis (Illiger, 1794) Coleoptera Chrysomelidae Sphaeroderma rubidum (Graëlls, 1858) Coleoptera Coccinellidae Adalia decempunctata (Linnaeus, 1758) Coleoptera Coccinellidae Coccinella septempunctata Linnaeus, 1758 Coleoptera Coccinellidae Halyzia sedecimguttata (Linnaeus, 1758) Coleoptera Coccinellidae Harmonia axyridis (Pallas, 1773) Coleoptera Coccinellidae Hyperaspis pseudopustulata Mulsant, 1853 Coleoptera Coccinellidae Platynaspis luteorubra (Goeze, 1777) Coleoptera Coccinellidae Propylea quatuordecimpunctata (Linnaeus, 1758) Coleoptera Coccinellidae Psyllobora vigintiduopunctata (Linnaeus, 1758) Coleoptera Coccinellidae Rhyzobius chrysomeloides (Herbst, 1792) Coleoptera Coccinellidae Scymnus frontalis (Fabricius, 1787) Coleoptera Coccinellidae Scymnus pallipediformis Günther, 1958 Coleoptera Coccinellidae Scymnus rubromaculatus (Goeze, 1778) Coleoptera Coccinellidae Vibidia duodecimguttata (Poda, 1761) Coleoptera Curculionidae Ceutorhynchus obstrictus (Marsham, 1802) Coleoptera Curculionidae Ceutorhynchus pallidactylus (Marsham, 1802) Coleoptera Curculionidae Foucartia cremieri Jacquelin du Val, 1854 Coleoptera Curculionidae Hypera plantaginis (De Geer, 1775) Coleoptera Curculionidae Larinus planus (Fabricius, 1792) Coleoptera Curculionidae Larinus turbinatus Gyllenhal, 1835

FERME-ABEILLE-BIODIVERSITE – Rapport d’activité CERCOPE, 2015 Coleoptera Curculionidae Limobius borealis (Paykull, 1792) Coleoptera Curculionidae Mecinus pyraster (Herbst, 1795) Coleoptera Curculionidae Mogulones geographicus (Goeze, 1777) Coleoptera Curculionidae Orchestes pilosus (Fabricius, 1781) Coleoptera Curculionidae Orchestes quercus (Linnaeus, 1758) Coleoptera Curculionidae Phyllobius betulinus (B. & S., 1805) Coleoptera Curculionidae Polydrusus cervinus (Linnaeus, 1758) Coleoptera Curculionidae Polydrusus formosus (Mayer, 1779) Coleoptera Curculionidae Polydrusus impressifrons Gyllenhal, 1834 Coleoptera Curculionidae Polydrusus prasinus Olivier, 1790 Coleoptera Curculionidae Rhinocyllus conicus (Froelich, 1792) Coleoptera Curculionidae Sitona hispidulus (Fabricius, 1776) Coleoptera Curculionidae Sitona lineatus (Linnaeus, 1758) Coleoptera Curculionidae Sitona macularius (Marsham, 1802) Coleoptera Curculionidae Sitona striatellus Gyllenhal, 1834 Coleoptera Curculionidae Sitona suturalis Stephens, 1831 Coleoptera Curculionidae Tychius picirostris (Fabricius, 1787) Coleoptera Curculionidae Zacladus exiguus (Olivier, 1807) Coleoptera Elateridae Adrastus rachifer (Geoffroy in F., 1785) Coleoptera Elateridae Agriotes gallicus L. in B. & L., 1835 Coleoptera Elateridae Cidnopus pilosus (Leske, 1785) Coleoptera Elateridae Nothodes parvulus (Panzer, 1799) Coleoptera Histeridae Margarinotus purpurascens (Herbst, 1792) Coleoptera Hydrophilidae Anacaena lutescens (Stephens, 1829) Coleoptera Hydrophilidae Cercyon impressus (Sturm, 1807) Coleoptera Hydrophilidae Cercyon pygmaeus (Illiger, 1801) Coleoptera Hydrophilidae Sphaeridium bipustulatum Fabricius, 1781 Coleoptera Hydrophilidae Sphaeridium lunatum Fabricius, 1792 Coleoptera Lampyridae Lampyris noctiluca (Linnaeus, 1767) Coleoptera Latridiidae Cortinicara gibbosa (Herbst, 1793) Coleoptera Latridiidae Melanophthalma distinguenda (Comolli, 1837) Coleoptera Leiodidae Ptomaphagus sericatus (Chaudoir, 1845) Coleoptera Melyridae Axinotarsus marginalis (Laporte de C., 1840) Coleoptera Melyridae Axinotarsus pulicarius (Fabricius, 1775) Coleoptera Melyridae Dasytes aeratus Stephens, 1829 Coleoptera Melyridae Dolichosoma lineare (Rossi, 1792) Coleoptera Melyridae Malachius bipustulatus (Linnaeus, 1758) Coleoptera Melyridae Psilothrix viridicoerulea (Geoffroy, 1785) Coleoptera Mordellidae Mordella sp. Linnaeus, 1758 Coleoptera Mordellidae Mordellistena variegata (Fabricius, 1798) Coleoptera Nitidulidae Meligethes aeneus (Fabricius, 1775) Coleoptera Oedemeridae Ischnomera caerulea (Linnaeus, 1758) Coleoptera Oedemeridae Oedemera lurida (Marsham, 1802) Coleoptera Oedemeridae Oedemera nobilis (Scopoli, 1763) Coleoptera Omalisidae Omalisus fontisbellaquaei Geoffroy, 1785

FERME-ABEILLE-BIODIVERSITE – Rapport d’activité CERCOPE, 2015 Coleoptera Phalacridae Olibrus flavicornis (Sturm, 1807) Coleoptera Phalacridae Stilbus testaceus (Panzer, 1797) Coleoptera Scarabaeidae Agrilinus ater (De Geer, 1774) Coleoptera Scarabaeidae Cetonia aurata (Linnaeus, 1761) Coleoptera Scarabaeidae Colobopterus erraticus (Linnaeus, 1758) Coleoptera Scarabaeidae Onthophagus joannae Goljan, 1953 Coleoptera Scarabaeidae Onthophagus ovatus (Linnaeus, 1767) Coleoptera Scirtidae Cyphon coarctatus Paykull, 1799 Coleoptera Scraptiidae Anaspis melanopa (Forster, 1771) Coleoptera Silphidae Ablattaria laevigata (Fabricius, 1775) Coleoptera Staphylinidae Anotylus sculpturatus (Gravenhorst, 1806) Coleoptera Staphylinidae Atheta sp. Thomson, 1858 Coleoptera Staphylinidae Coprophilus striatulus (Fabricius, 1793) Coleoptera Staphylinidae Lesteva sp. Latreille, 1797 Coleoptera Staphylinidae Ocypus olens (O. F. Müller, 1764) Coleoptera Staphylinidae Oxytelus laqueatus (Marsham, 1802) Coleoptera Staphylinidae Philonthus carbonarius (Gravenhorst, 1802) Coleoptera Staphylinidae Platydracus stercorarius (Olivier, 1795) Coleoptera Staphylinidae Tachyporus hypnorum (Fabricius, 1775) Coleoptera Tenebrionidae Mycetochara linearis (Illiger, 1794) Coleoptera Tenebrionidae Omophlus lepturoides (Fabricius, 1787) Coleoptera Throscidae Aulonothroscus brevicollis (Bonvouloir, 1859) Coleoptera Trogidae Trox perlatus Goeze, 1777 Coleoptera Trogidae Trox scaber (Linnaeus, 1767) Dermaptera Forficulidae Forficula auricularia Linnaeus, 1758 Diptera Bibionidae Bibio marci (Linnaeus, 1758) Diptera Calliphoridae Lucilia sp. Robineau-D., 1830 Diptera Sciomyzidae Trypetoptera punctulata (Scopoli, 1763) Diptera Stratiomyidae Chloromyia formosa (Scopoli, 1763) Diptera Syrphidae Episyrphus balteatus (De Geer, 1776) Diptera Syrphidae Eupeodes corollae (Fabricius, 1794) Diptera Syrphidae Pipizella divicoi (Goeldlin, 1974) Diptera Syrphidae Sphaerophoria scripta (Linnaeus, 1758) Diptera Syrphidae Xanthogramma pedissequum (Harris, 1776) Diptera Tachinidae Tachina fera (Linnaeus, 1761) Diptera Tachinidae Tachina magnicornis (Zetterstedt, 1844) Diptera Tephritidae Chaetorellia jaceae (Robineau-D., 1830) Diptera Tipulidae Nephrotoma appendiculata (Pierre, 1919) Hemiptera Alydidae Alydus calcaratus (Linnaeus, 1758) Hemiptera Alydidae Camptopus lateralis (Germar, 1817) Hemiptera Anthocoridae Orius niger (Wolff, 1811) Hemiptera Aphrophoridae Aphrophora alni (Fallén, 1805) Hemiptera Aphrophoridae Aphrophora salicina (Goeze, 1778) Hemiptera Aphrophoridae Lepyronia coleoptrata (Linnaeus, 1758) Hemiptera Aphrophoridae Neophilaenus lineatus (Linnaeus, 1758)

FERME-ABEILLE-BIODIVERSITE – Rapport d’activité CERCOPE, 2015 Hemiptera Aphrophoridae Philaenus spumarius (Linnaeus, 1758) Hemiptera Berytidae Berytinus crassipes (Herrich-Schäffer, 1835) Hemiptera Berytidae Berytinus hirticornis (Brullé, 1836) Hemiptera Cercopidae Cercopis intermedia Kirschbaum, 1868 Hemiptera Cicadellidae Anaceratagallia sp. Zachvatkin, 1946 Hemiptera Cicadellidae Aphrodes makarovi Zachvatkin, 1948 Hemiptera Cicadellidae Euscelis incisus (Kirschbaum, 1858) Hemiptera Cicadellidae Iassus lanio (Linnaeus, 1761) Hemiptera Cicadellidae Jassargus sp. Zachvatkin, 1933 Hemiptera Cicadellidae Jassargus obtusivalvis (Kirschbaum, 1868) Hemiptera Cicadellidae Megophthalmus scanicus (Fallén, 1806) Hemiptera Cicadellidae Neoaliturus fenestratus (Herrich-Schäffer, 1834) Hemiptera Cixiidae Cixius simplex (Herrich-Schäffer, 1835) Hemiptera Coreidae Arenocoris waltlii (Herrich-Schäffer, 1834) Hemiptera Coreidae Ceraleptus gracilicornis (Herrich-Schäffer, 1835) Hemiptera Coreidae Coriomeris affinis (Herrich-Schäffer, 1839) Hemiptera Coreidae Syromastus rhombeus (Linnaeus, 1767) Hemiptera Cydnidae Cydnus aterrimus (Forster, 1771) Hemiptera Cydnidae Ochetostethus nanus (Herrich-Schaeffer, 1834) Hemiptera Lygaeidae Beosus maritimus (Scopoli, 1763) Hemiptera Lygaeidae Emblethis denticollis Horváth, 1878 Hemiptera Lygaeidae Graptopeltus lynceus (Fabricius, 1775) Hemiptera Lygaeidae Megalonotus praetextatus (Herrich-Schäffer, 1835) Hemiptera Lygaeidae Megalonotus sabulicola (Thomson, 1870) Hemiptera Lygaeidae Peritrechus gracilicornis Puton, 1877 Hemiptera Lygaeidae Peritrechus lundii (Gmelin, 1790) Hemiptera Lygaeidae Pterotmetus staphyliniformis (Schilling, 1829) Hemiptera Lygaeidae Rhyparochromus vulgaris (Schilling, 1829) Hemiptera Lygaeidae Taphropeltus contractus (Herrich-Schäffer, 1835) Hemiptera Lygaeidae Tropistethus holosericus (Scholtz, 1846) Hemiptera Miridae Adelphocoris lineolatus (Goeze, 1778) Hemiptera Miridae Adelphocoris quadripunctatus (Fabricius, 1794) Hemiptera Miridae Adelphocoris vandalicus (Rossi, 1790) Hemiptera Miridae Amblytylus nasutus (Kirschbaum, 1856) Hemiptera Miridae Capsodes gothicus (Linnaeus, 1758) Hemiptera Miridae Capsus ater (Linnaeus, 1758) Hemiptera Miridae Charagochilus gyllenhalii (Fallén, 1807) Hemiptera Miridae Closterotomus norwegicus (Gmelin, 1790) Hemiptera Miridae Deraeocoris lutescens (Schilling, 1837) Hemiptera Miridae Deraeocoris ruber (Linnaeus, 1758) Hemiptera Miridae Harpocera thoracica (Fallén, 1807) Hemiptera Miridae Horistus orientalis (Gmelin, 1790) Hemiptera Miridae Lepidargyrus ancorifer (Fieber, 1858) Hemiptera Miridae Leptopterna dolabrata (Linnaeus, 1758) Hemiptera Miridae Leptopterna ferrugata (Fallén, 1807)

FERME-ABEILLE-BIODIVERSITE – Rapport d’activité CERCOPE, 2015 Hemiptera Miridae Lygus pratensis (Linnaeus, 1758) Hemiptera Miridae Lygus rugulipennis Poppius, 1911 Hemiptera Miridae Megaloceroea recticornis (Geoffroy, 1785) Hemiptera Miridae Orthops kalmii (Linnaeus, 1758) Hemiptera Miridae Pilophorus clavatus (Linnaeus, 1767) Hemiptera Miridae Pilophorus perplexus Douglas & Scott, 1875 Hemiptera Miridae Plagiognathus arbustorum (Fabricius, 1794) Hemiptera Miridae Polymerus unifasciatus (Fabricius, 1794) Hemiptera Miridae Stenodema calcarata (Fallén, 1807) Hemiptera Miridae Stenodema laevigata (Linnaeus, 1758) Hemiptera Miridae Stenotus binotatus (Fabricius, 1794) Hemiptera Nabidae Himacerus mirmicoides (O. Costa, 1834) Hemiptera Nabidae Nabis pseudoferus Remane, 1949 Hemiptera Nabidae Nabis punctatus A. Costa, 1847 Hemiptera Pentatomidae Aelia acuminata (Linnaeus, 1758) Hemiptera Pentatomidae Ancyrosoma leucogrammes (Gmelin, 1790) Hemiptera Pentatomidae Carpocoris purpureipennis (De Geer, 1773) Hemiptera Pentatomidae Dolycoris baccarum (Linnaeus, 1758) Hemiptera Pentatomidae Eurydema oleracea (Linnaeus, 1758) Hemiptera Pentatomidae Graphosoma italicum (O.F. Müller, 1766) Hemiptera Pentatomidae Holcostethus strictus vernalis (Wolff, 1804) Hemiptera Pentatomidae Palomena prasina (Linnaeus, 1761) Hemiptera Pentatomidae Rhaphigaster nebulosa (Poda, 1761) Hemiptera Pentatomidae Sciocoris cursitans (Fabricius, 1794) Hemiptera Piesmatidae Piesma maculatum (Laporte de C., 1833) Hemiptera Rhopalidae Rhopalus parumpunctatus Schilling, 1829 Hemiptera Scutelleridae Eurygaster austriaca (Schrank, 1776) Hemiptera Scutelleridae Eurygaster maura (Linnaeus, 1758) Hemiptera Stenocephalidae Dicranocephalus albipes (Fabricius, 1781) Hemiptera Tettigometridae Tettigometra atra Hagenbach, 1825 Hemiptera Tettigometridae Tettigometra impressopunctata Dufour, 1846 Hemiptera Tettigometridae Tettigometra laeta Herrich-Schäffer, 1835 Hemiptera Tettigometridae Tettigometra virescens (Panzer, 1799) Hemiptera Thyreocoridae Thyreocoris scarabaeoides (Linnaeus, 1758) Hemiptera Tingidae Catoplatus carthusianus (Goeze, 1778) Hemiptera Tingidae Dictyla echii (Schrank, 1782) Hemiptera Tingidae Kalama tricornis (Schrank, 1801) Hemiptera Tingidae Tingis cardui (Linnaeus, 1758) Hemiptera Ulopidae Utecha trivia (Germar, 1821) Hymenoptera Apidae Apis mellifera Linnaeus, 1758 Hymenoptera Apidae Bombus lapidarius (Linnaeus, 1758) Hymenoptera Apidae Bombus lucorum (Linnaeus, 1761) Hymenoptera Apidae Bombus terrestris (Linnaeus, 1758) Hymenoptera Apidae Melitta sp. Kirby, 1802 Hymenoptera Apidae Xylocopa violacea (Linnaeus, 1758)

FERME-ABEILLE-BIODIVERSITE – Rapport d’activité CERCOPE, 2015 Hymenoptera Chrysididae Chrysis Linnaeus, 1761 Hymenoptera Chrysididae Cleptes pallipes Lepeletier, 1806 Hymenoptera Crabronidae Mellinus arvensis (Linnaeus, 1758) Hymenoptera Formicidae Lasius niger (Linnaeus, 1758) Hymenoptera Formicidae Myrmica Latreille, 1804 Hymenoptera Halictidae Halictus scabiosae (Rossi, 1790) Hymenoptera Tenthredinidae Athalia rosae (Linnaeus, 1758) Hymenoptera Vespidae Polistes nimpha (Christ, 1791) Hymenoptera Vespidae Vespula vulgaris (Linnaeus, 1758) Lepidoptera Erebidae Sphrageidus similis (Fuessly, 1775) Lepidoptera Geometridae Aplocera plagiata (Linnaeus, 1758) Lepidoptera Lycaenidae Aricia agestis (D. & S., 1775) Lepidoptera Noctuidae Amphipyra pyramidea (Linnaeus, 1758) Lepidoptera Noctuidae Autographa gamma (Linnaeus, 1758) Lepidoptera Noctuidae Orthosia miniosa (D. & S., 1775) Lepidoptera Nymphalidae Coenonympha pamphilus (Linnaeus, 1758) Lepidoptera Nymphalidae Lasiommata megera (Linnaeus, 1767) Lepidoptera Nymphalidae Maniola jurtina (Linnaeus, 1758) Lepidoptera Nymphalidae Pyronia tithonus (Linnaeus, 1771) Lepidoptera Pieridae Gonepteryx rhamni (Linnaeus, 1758) Lepidoptera Pieridae Pieris rapae (Linnaeus, 1758) Lepidoptera Sphingidae Macroglossum stellatarum (Linnaeus, 1758) Lepidoptera Yponomeutidae Yponomeuta sp. Latreille, 1796 Lepidoptera Zygaenidae Aglaope infausta (Linnaeus, 1767) Mantodea Mantidae Mantis religiosa (Linnaeus, 1758) Mecoptera Panorpidae Panorpa germanica Linnaeus, 1758 Neuroptera Hemerobiidae Micromus angulatus (Stephens, 1836) Orthoptera Acrididae Calliptamus italicus (Linnaeus, 1758) Orthoptera Acrididae Chorthippus biguttulus (Linnaeus, 1758) Orthoptera Acrididae Chorthippus brunneus (Thunberg, 1815) Orthoptera Acrididae Euchorthippus declivus (Brisout de B., 1848) Orthoptera Acrididae Gomphocerippus rufus (Linnaeus, 1758) Orthoptera Acrididae Oedipoda caerulescens (Linnaeus, 1758) Orthoptera Acrididae Stenobothrus lineatus (Panzer, 1796) Orthoptera Gryllidae Gryllus campestris Linnaeus, 1758 Orthoptera Gryllidae Nemobius sylvestris (Bosc, 1792) Orthoptera Tetrigidae Tetrix undulata (Sowerby, 1806) Orthoptera Tettigoniidae Bicolorana bicolor (Philippi, 1830) Orthoptera Tettigoniidae Leptophyes punctatissima (Bosc, 1792) Orthoptera Tettigoniidae Meconema meridionale A. Costa, 1860 Orthoptera Tettigoniidae Meconema thalassinum (De Geer, 1773) Orthoptera Tettigoniidae Platycleis albopunctata (Goeze, 1778) Orthoptera Tettigoniidae Platycleis tessellata (Charpentier, 1825) Orthoptera Tettigoniidae Roeseliana roeselii (Hagenbach, 1822) Orthoptera Tettigoniidae Ruspolia nitidula (Scopoli, 1786)

FERME-ABEILLE-BIODIVERSITE – Rapport d’activité CERCOPE, 2015 Orthoptera Tettigoniidae Tettigonia viridissima (Linnaeus, 1758)

Araneae Araneidae Araneus quadratus Clerck, 1758 Araneae Araneidae Argiope bruennichi (Scopoli, 1772) Araneae Araneidae Gibbaranea gibbosa (Walckenaer, 1802) Araneae Araneidae Mangora acalypha (Walckenaer, 1802) Araneae Clubionidae Clubiona neglecta O. P.-Cambridge, 1862 Araneae Eutichuridae Cheiracanthium punctorium (Villers, 1789) Araneae Linyphiidae Linyphia triangularis (Clerck, 1758) Araneae Lycosidae Alopecosa cuneata (Clerck, 1758) Araneae Lycosidae Pardosa proxima (C.L. Koch, 1848) Araneae Philodromidae Tibellus oblongus (Walckenaer, 1802) Araneae Pisauridae Pisaura mirabilis (Clerck, 1758) Araneae Salticidae Ballus chalybeius (Walckenaer, 1802) Araneae Salticidae Evarcha arcuata (Clerck, 1758) Araneae Salticidae Heliophanus flavipes (Hahn, 1831) Araneae Theridiidae Platnickina tincta (Walckenaer, 1802) Araneae Thomisidae Misumena vatia (Clerck, 1758) Araneae Thomisidae Synema globosum (Fabricius, 1775) Araneae Thomisidae Tmarus piger (Walckenaer, 1802) Araneae Thomisidae Xysticus kochi Thorell, 1872 Araneae Uloboridae Uloborus walckenaerius Latreille, 1806

Glomerida Glomeridae Glomeris marginata (Villers, 1789)

Isopoda Armadillidiidae Armadillidium vulgare (Latreille, 1804)

Pâturage à

proximité des

pièges du Subdray.

FERME-ABEILLE-BIODIVERSITE – Rapport d’activité CERCOPE, 2015 - 60 -

IV. DISCUSSION

Un 1 er bilan globalement très satisfaisant…

Avec plus de 600 espèces d’insectes inventoriés sur les trois stations étudiées, le bilan de cette 1 ère saison de suivi apparaît très satisfaisant au regard du contexte écologique considéré. Le territoire défini par le programme Ferme-Abeille-Biodiversité , essentiellement composé de vastes zones de cultures intensives, laissait en effet présager une relative pauvreté des cortèges d’insectes évoluant en Champagne berrichonne, ne permettant d’y observer que des espèces ubiquistes et peu sensibles aux diverses pressions anthropiques (en premier lieu l’emploi plus ou moins important de produits phyto- sanitaires). Or, non seulement les marges des cultures étudiées apparaissent loin d’être des « déserts » entomologiques, mais un certain nombre d’espèces remarquables, voire patrimoniales dans la région, ont été contactées sur chacun des trois sites prospectés. Par ailleurs, une seule saison d’inventaire ne permettant évidemment pas d’obtenir une image complète des cortèges d’insectes fréquentant un milieu, il semble certain que les listes d’espèces proposées ici sont encore très loin d’être exhaustives et qu’elles seront sans doute largement complétées lors des futures campagnes du programme. Le diagramme ci-dessous, qui illustre le nombre de nouveaux taxa ajoutés à la liste au cours de la saison, montre que de nouvelles espèces ont été inventoriées jusqu’aux derniers relevés automnaux, et ce en proportion non négligeable (l’effet de palier étant dû à l’arrivée de la saison froide, peu propice aux observations), laissant ainsi supposer que de nombreuses espèces restent à découvrir sur le territoire.

Fig 5. Evolution du nombre cumulé d’espèces inventoriées en fonction des dates de relevés

Le premier élément qui découle de cette 1 ère campagne 2015 est donc que les nombreuses « zones blanches » agricoles du territoire possèdent une biodiversité entomologique qui semble beaucoup plus riche que ne laissait supposer la consultation des cartes ou des photos satellites. La saison 2016 promet donc de nouvelles découvertes sur le site de Levet (seule station qui sera de nouveau suivie lors de la 2ème année du programme) et il sera intéressant de vérifier si cette même diversité se retrouve, au moins en partie, jusqu’au cœur des parcelles cultivées et des jachères fleuries (le choix ayant été fait de recentrer les prospections sur des secteurs isolés de toute influence du milieu naturel).

FERME-ABEILLE-BIODIVERSITE – Rapport d’activité CERCOPE, 2015 - 61 -

…malgré une relative pauvreté en syrphe et en abeilles sauvages.

Ce 1er bilan est encourageant et rassure quant à l’état actuel de la petite faune qu’abrite le territoire. Cependant certains groupes taxinomiques sont tout de même apparus peu présents et surtout peu diversifiés. En effet, si les Coléoptères et les Hémiptères semblent bien représentés sur la zone d’étude, les cortèges d’insectes volants butineurs se sont avérés relativement pauvres malgré la présence de nombreuses fleurs sur au moins deux stations (Levet et Le Subdray). La plupart des abeilles solitaires n’ayant été identifiées qu’au genre, faute de compétences sufisantes dans des groupes difficiles tels que les Andrena , il est difficile de se prononcer sur la plus ou moins grande richesse en Hyménoptères des lieux. En revanche, il apparaît clairement que le nombre total de syrphes inventoriés (21 espèces), ainsi que celui des Lépidoptères Rhopalocères (17 espèces) est sensiblement plus faible que ce qui s’observe habituellement avec un dispositif équivalent dans un milieu naturel écologiquement plus intègre. Loin d’être définitif, ce constat nécessitera donc d’être confirmé ou infirmé lors des futures campagnes, mais on peut d’ores et déjà soupçonner que cette apparente pauvreté a pour origine l’emploi irraisonné des insecticides et des herbicides (les chenilles étant presque toujours phytophages). Pourtant, on notera que si aucune espèce remarquable d’Hyménoptères n’a encore été observé, deux espèces de syrphes assez rares dans la région ont été identifiées ( Callicera fagesii et Pipizella divicoi ), découvertes d’autant plus intéressantes qu’il n’existe que très peu de données en France pour ces taxa (ce qui est sans doute aussi dû à un défaut de prospection).

Une diversité spécifique identique sur les 3 stations

L’intérêt de mettre en place un protocole d’étude standardisé sur trois sites présentant des caractéristiques distinctes est d’obtenir des résultats comparables entre eux. Une des premières questions qui se pose naturellement concerne le nombre d’espèces inventoriées sur chacune des stations et donc leur diversité spécifique respective. Le contexte écologique jouxtant les trois marges de cultures étudiées étant très différent d’un site à l’autre (haie, boisement, pelouse calcaire), un résultat hétérogène était légitimement attendu, avec notamment une biodiversité moins riche sur la station 1, cette dernière étant située au cœur des cultures et ne bénéficiant que d’une simple haie et d’une étroite bande enherbée. Or, le résultat visible sur la figure 5 est tout autre : si l’on considère le nombre total d’espèces observées, aucune des trois stations n’appparaît plus riche que les autres, les sites présentant une diversité d’espèces quasiment équivalente (les différences étant ici insignifiantes).

Fig 6. Diversité spécifique observée sur chaque station (en nombre d’espèces).

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Cependant, si d’un point de vue quantitatif, les trois stations semblent en effet abriter le même nombre d’espèces, ce résultat inattendu ne doit pas éclipser les différences intrinsèques des cortèges dont il est question, cette fois-ci d’un point de vue qualitatif. L’entomofaune mise en évidence sur les différents sites présente en effet un certain nombre de différences, d’une part en termes de nature des cortèges, d’autre part en termes de patrimonialité des espèces observées.

Patrimonialité et singularité des stations

Avec « seulement » 4 espèces remarquables inventoriées (1.3 % de la liste totale), la station de Levet présente une entomofaune plus banale que les 2 autres sites . Même s’il est difficile de faire des statistiques avec un faible jeu de données (a fortiori après une unique saison de prospection), ce résultat apparaît bien en deçà des 15 et 19 espèces remarquables respectivement collectées à Saint-Caprais et au Subdray. Par ailleurs, aucune espèce véritablement patrimoniale n’a été inventoriée sur la station de Levet. On rappelera toutefois que cette station s’est révélée être la plus riche en syrphes (17 espèces) et que les Hémiptères y ont été presque aussi nombreux qu’au Subdray (84 espèces).

Pour tenter de caractériser la diversité et la patrimonialité des cortèges, on peut aussi ramener le nombre d’espèces inventoriées sur chaque station (équivalent sur les trois sites) au nombre d’individus collectés, qui diffère sensiblement sur les 3 sites :

Fig 7. Nombre d’insectes et d’arthropodes collectés sur chaque station (en nombre d’individus).

On remarque sur la figure 7 qu’un nombre beaucoup plus important d’insectes a été collecté sur la station 1 que sur la station 3 (près du double). Or, un même nombre d’espèces ayant été inventorié sur les 3 sites, on peut alors convenir que :

- Si l’on considère uniquement les effectifs collectés, la station 1 de Levet apparaît comme la plus riche en insectes, c’est-à-dire celle où ces derniers semblent être les plus nombreux. A l’inverse, peu d’insectes ont été capturés sur la station du Subdray (conséquence probable de la végétation rase et sèche, qui accueille moins d’insectes que les zones herbacées mésophiles).

- En revanche, si l’on ramène ces effectifs au nombre final d’espèces inventoriées, on constate qu’un grand nombre d’individus collectés a été « nécessaire » pour atteindre 308 espèces à Levet, alors qu’un effectif moitié moindre a permis d’atteindre 312 espèces au Subdray. De ce fait, on peut aussi considérer que l’entomofaune de Levet est la plus banale des trois stations, avec certaines espèces très communes présentes en grand nombre, tandis que les cortèges se rencontrant au Subdray sont les plus riches et

FERME-ABEILLE-BIODIVERSITE – Rapport d’activité CERCOPE, 2015 les plus variés car présentant moins d’espèces dominantes que les deux autres sites (et ce malgré une population totale d’insectes réduite en termes d’effectifs).

Hormis la diversité spécifique et la patrimonialité des cortèges inventoriés sur chaque station, on peut aussi relever des différences significatives dans la proportion des ordres observés et la préférence écologique des taxa fréquentant les 3 sites (voir aussi les chapitres « Résultats ») :

- Ainsi, sur la station de Levet , les espèces caractéristiques des milieux ouverts herbacés semblent dominer (Hémiptères, Coléoptères phytophages), avec une proportion importante d’espèces héliophiles appréciant les milieux rudéraux secs et bien drainés. Dans une moindre mesure, on notera aussi la présence d’un certain nombre d’insectes associés aux strates arbustives et aux haies.

- Sur la station de Saint-Caprais , les insectes arboricoles et ombrophiles sont particulièrement nombreux, la présence du boisement permettant par ailleurs le maintien de cortèges saproxyliques absents de la station 1. Ceci se traduit par une diversité en Coléoptères nettement plus importante que sur les deux autres stations (182 espèces), ainsi qu’un nombre plus élevé d’organismes apréciant l’ombre et l’humidité (insectes, cloportes, opilions, araignées). Comme indiqué précédemment, cette faune ayant des affinités forestières se mèle aux espèces des milieux herbacés bordant la lisière et aux « ravageurs » se nourrissant des plantes cultivées (essentiellement des altises). La station semble en revanche relativement pauvre en insectes butineurs (Syrphidae, Hyménoptères) et en Hémiptères.

- La station du Subdray , quant à elle, accueille une entomofaune xérophile originale , les lieux semblant particulièrement propices aux Orthoptères et aux Hémiptères (punaises et cicadelles). Malgré un nombre d’individus collectés peu important, la station 3 semble être celle présentant la plus grande patrimonialité faunistique (et floristique), notamment au regard de la raréfaction de ce type d’habitat dans cette région de plaine.

Les marges des cultures, interfaces entre deux milieux

Les dispositifs de piégeage ayant été installés à chaque fois en lisière de culture (entre autres pour ne pas gêner les récoltes), les cortèges inventoriés sont une illustration intéressante du principe d’« effet de lisière ». Les espèces se rencontrant dans ces zones de transition sont en effet plus nombreuses qu’au centre d’un habitat homogène : on peut à la fois y observer des insectes liés à la zone de culture (peu d’espèces mais en effectifs importants), on y observe aussi des insectes caractéristiques du milieu avoisinant la culture (liés aux haies, aux boisements ou aux pelouses calcaires), et on y rencontre enfin des espèces inféodées au milieu de transition lui-même, en l’occurrence les ourlets herbacés bordant les cultures. Cependant, les monocultures étant des habitats globalement pauvres en insectes, les cortèges d’espèces inventoriées lors de cette étude ont essentiellement été définis par le milieu naturel jouxtant les stations , et non les zones de culture elles-mêmes.

Toutefois, quelques espèces se développant aux dépens des cultures ont pu être observées, parfois en très grand nombre. A titre d’exemple, l’insecte le plus observé cette saison a été Psylliodes chrysocephalus , une grosse altise (Coléoptère Chrysomelidae) inféodée aux Brassicaceae et pouvant devenir très invasive sur le Colza. Dans son « Traité d’entomologie appliqué à l’agriculture », BALACHOWSKY

(1963) considérait déjà l’insecte comme « l’Altise la plus nuisible aux crucifères cultivées dans la région paléarctique ». Cette espèce, accompagnée de Phyllotreta , de Meligethes et de Ceutorhynchus partageant les mêmes exigences alimentaires, a été observée partout en effectifs très importants. On notera enfin la capture à Saint-Caprais d’un Doryphore (Leptinotarsa 10-lineata ), grosse Chrysomèle d’origine américaine se développant sur les Solanaceae et pouvant provoquer des dégâts importants dans les cultures chrysocephalus Psylliodes de pommes de terre, tomates et autres aubergines.

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CONCLUSION

Dans le cadre du programme Ferme-Abeille-Biodiversité , cette première saison de suivi entomologique nous est apparue à la fois très satisfaisante et riche en enseignements. La bioviversité entomologique du territoire défini s’est en effet révélée beaucoup plus diversifiée que ne le suggéraient les vastes zones d’agriculture intensive du secteur, illustrant ainsi l’intérêt naturaliste que conserve la Champagne berrichone. Contre toute attente, les trois stations prospectées (choisies volontairement pour leurs contextes écologiques différents) se sont avérées héberger une entomofaune toute aussi importante sur les trois sites. Parmi les 606 espèces d’insectes inventoriées, près d’une quarantaine de taxa remarquables ou patrimoniaux ont pu être identifiés, données d’autant plus précieuses que les marges des agrosystèmes sont rarement prospectées par les naturalistes. Les inventaires entomologiques, encore trop rarement pris en compte dans la gestion des espaces naturels, agricoles ou suburbains, enrichissent en effet considérablement une connaissance naturaliste locale souvent très lacunaire, en particulier dans le domaine des invertébrés.

Mais le principal constat qui découle de cette 1 ère saison d’’étude, très encourageant, concerne l’impact positif sur la biodiversité qui peut résulter de la plantation d’une simple haie, comme c’est le cas sur la propriété de M. Benoît Colson (station de Levet). Relativement facile à mettre en place, cet aménagement semble en effet permettre de maintenir dans des « zones blanches » une entomofaune toute aussi riche que certaines lisières naturelles, a fortiori si la haie est associée à une bande enherbées non fauchée (ou fauchées tardivement). Les corridors ainsi créés, outre le fait de permettre la circulation de la petite et grande faune, constituent des réservoirs d’insectes auxiliaires des cultures jouant un rôle primordial dans la pollinisation et la régulation des espèces néfastes aux cultures. Cette alternative à l’utilisation immodérée des pesticides représente à notre sens un exemple à suivre dont les bénéfices seront au final partagés par tous.

Une seule saison d’inventaire ne permettant bien entendu que d’obtenir une image partielle de l’entomofaune présente sur un territoire, on peut raisonnablement penser que les deux années à venir allongeront substanciellement les présentes listes d’espèces, et nous gratifieront d’un certain nombre de nouveaux insectes remarquables. Par ailleurs, si la faune des Hyménoptères et des Diptères Syrphidae nous est apparue relativement pauvre cette saison, il est possible, voire probable, que les saisons futures permettent de constater que ces groupes ne sont pas plus en régression sur le territoire que les ordres aujourd’hui les mieux représentés.

Souhaitons enfin, bien modestement, que le présent inventaire permettra de mieux faire connaître auprès du grand public la petite mais si indipensable faune des invertébrés, leur extraordinaire diversité morphologique et écologique, mais aussi de mettre un peu plus en lumière le rôle primordial que jouent les insectes dans le bon fonctionnement des écosystèmes naturels ou anthropiques.

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Annexe 1 : Eléments bibliographiques

OUVRAGES, ARTICLES GÉNÉRAUX, DIVERS

ALFORD (D. V.), 2012. – Ravageurs des végétaux d’ornement : arbres, arbustes, fleurs. Atlas en couleur . Quae (2éme édition). 480 p.

BACHELIER (G.), 1973. - Action de la faune du sol sur l’humification des matériaux végétaux. Rev. écol. biol. sol , 10 (4) : 453-473.

BALACHOWSKY (A.) & MESNIL (L.), 1935-1936. - Les insectes nuisibles aux plantes cultivées , I et II . Ministère de l'agriculture, Paris. 1921 p.

BESNARD (A.) & SALLES (J.M.), 2010. - Suivi scientifique d’espèces animales. Aspects méthodologiques essentiels pour l'élaboration de protocoles de suivis. Note méthodologique à l'usage des gestionnaires de sites Natura 2000 . Rapport DREAL PACA, pôle Natura 2000. 62 p.

C.I.N.Z., 1999. – Code International de Nomenclature Zoologique. 4e édition. International Trust for Zoological Nomenclature, Londres. 306 p.

CHOREIN (A.), 2013. – Chaumes de la Périsse, commune de Dun-sur-Auron (18). Suivi entomologique 2012. Conservatoire d’espaces naturels de la région Centre. 27 p.

DAJOZ (R.), 1998. – Les insectes et la forêt. Rôle et diversité des insectes dans le milieu forestier . Lavoisier, éditions Tec & Doc, Paris. 648 p.

DAJOZ (R.), 2006. – Précis d’écologie (8ème édition). Dunod, Paris. 631 p.

DAJOZ (R.), 2010. – Dictionnaire d’entomologie. Anatomie, systématique, biologie . Lavoisier, éditions Tec & Doc, Paris. 336 p.

DIDIER (B.) & GUYOT (H.) (coord.), 2012. – Des plantes et leurs insectes . OPIE / éditions Quae. 264 p.

DREAL CENTRE, 2012. - Actualisation de l’inventaire régional ZNIEFF. Guide des espèces et des milieux déterminants en région Centre . 75 p.

EVERAERTS-POLL (M.), 1985. – Extraits de « Aperçu sur l’écologie du sol ». La faune du sol : systématique et biologie . Centre Technique de l’Enseignement de l’Etat, Mons, Belgique. 52 p.

MINISTERE DE L’ECOLOGIE ET DU DEVELOPPEMENT DURABLE, 2007. – Liste des insectes protégés sur l’ensemble du territoire et les modalités de leur protection. Journal officiel de la République Française , 3/78. 4 p.

NAGELEISEN (L.-M.), PIOU (D.), SAINTONGE (F.-X.) & RIOU-NIVERS (P.), 2010. – La santé des forêts. Maladies, insectes, accidents climatiques… Diagnostic et prévention . Département de la santé des forêts / Institut pour le Développement Forestier. 608 p.

PERNOD (C.) et al ., 2013. – Gestion forestière, Naturalité, Biodiversité . Rapport Technique GNB. IRSTEA, Nogent-sur-Vernisson. 156 p.

ROQUES (A.), KENIS (M.), LEES (D.), LOPEZ-VAAMONDE (C.), RABITSCH (W.), RASPLUS (J.-Y.) & ROY (D. B.), 2010. – Alien terrestrial arthropods of Europe . BioRisk 4 (1) (special issue), Pensoft publishers, Sofia. 569 p.

SALLE (C.), DAMOISEAU (S.) & SCHAEFFER (J.-C.) et al ., 2011. – Inventaire entomologique des Pelouses de Bléré (Indre-et-Loire). Coléoptères, Hémiptères, Lépidoptères, Orthoptères . Rapport d’étude CERCOPE / Conservatoire d’espaces naturels de la Région Centre. 47 p.

SAUVION (N.), CALATAYUD (P.-A.), THIERY (D.) & MARION-POLL (F.), 2013. - Interactions insectes-plantes . IRD Editions / Quae. 749 p.

VALLAURI (D.), ANDRE (J.), DODELIN (B.), EYNARD-MACHER (R.) & RAMBAUD (D.), 2005. – Bois mort et à cavités : une clef pour des forêts vivantes . Lavoisier, Tec & Doc. 405 p.

HYMÉNOPTÈRES

AMIET (F.), MULLER (A.) & NEUMEYER (R.), 2014. - Apidae 2 : Colletes, Dufourea, Hylaeus, Nomia, Nomioides, Rhophitoides, Rophites, Sphecodes, Systropha . Fauna Helvetica 4, CSCF & SEG, Neuchâtel (2ème édition). 239 p.

AMIET (F.), HERRMAN (M.), MULLER (A.) & NEUMEYER (R.), 2006. - Apidae 5 : Ammobates, Ammobatoides, Anthophora, Biastes, Ceratina, Dasypoda, Epeoloides, Epeolus, Eucera, Macropis, Melecta, Melitta, Nomada, Pasites, Tetralonia, Thyreus, Xylocopa. Fauna Helvetica 26, CSCF & SEG, Neuchâtel. 356 p.

AMIET (F.), HERRMAN (M.), MULLER (A.) & NEUMEYER (R.), 2010. - Apidae 6 : Andrena, Melitturga, Panurginus, Panurgus . Fauna Helvetica 26, CSCF & SEG, Neuchâtel. 316 p.

ARCHER (M. E.), 1989. - A key to the world species of Vespinae (Hymenoptera) . Part 1 : keys, checklist and distribution. Part 2 : figures. College of Ripon & York St. John. 47 + 34 p.

ARCHER (M. E.), 2014. - The Vespoid Wasps (Tiphiidae, Mutillidae, Sapygidae, Scoliidae and Vespidae) of the British Isles . Royal Entomological Society, Handbooks for the Identification of British Insects, Vol. 6 part 6. 82 p.

AUDIBERT (C.), 2007. – Notes sur les Vespidae (2 ème partie) : la biologie et la détermination des Polistes. Bulletin du Club Rosalia , 17 : 25-27.

BELLMAN (H.), 1999. – Guide des abeilles, bourdons, guêpes et fourmis d’Europe . Delachaux et Niestlé, Paris. 336 p.

CASEVITZ-WEULERSSE (J.) & GALKOWSKI (C.), 2009. – Liste actualisée des Fourmis de France (Hymenoptera, Formicidae). Bulletin de la Société entomologique de France , 114 (4) : 475-510.

CHOREIN (A.), 2007. - Systématique et chorologie des Anthophorini (Hymenoptera : Apidae) de Belgique et du Nord de la France, avec une première analyse de leurs sécrétions volatiles . Mémoire de fin d’études, Université de Mons-Hainaut. 80 p.

DESCAMPS (A.), 1991. [OSYCHNYUK (A. Z.), PANFILOV (D. V.) & PONOMAREVA (A. A.)] – Clef de détermination des insectes de la partie

FERME-ABEILLE-BIODIVERSITE – Rapport d’activité CERCOPE, 2015 - 66 -

européenne d’URSS, Tome III. Hyménoptères. Première partie. Extrait : Superfamille Apoidea (apoïdes). Clef des genres – Megachilidae . Mémoire de traduction, Université de Mons-Hainaut : 104 p.

FALK (S.) & LEWINGTON (R.), 2015. – Field Guide to the Bees of Great Britain and Ireland . British Wildlife Publishing / Bloomsbury. 432 p.

GRAHAM (M. W. R. de V.), 1969. – The Pteromalidae of North-Western Europe (Hymenoptera : Chalcidoidea). Bull. Of the British Museum (Natural History) . Entomology , Suppl. 16. 909 p.

JACOB-REMACLE (A.), 1990. – Abeilles sauvages et pollinisation . Ministère de la Région wallonne, Service de la Conservation de la Nature / Faculté des Sciences agronomiques de Gembloux, Zoologie générale et appliquée. 39 p.

LEMOINE (G.), 2014. – Dossier : Pourquoi les abeilles sauvages sont menacées, et pourquoi et comment les protéger. Abeilles de France , n°1011 : 31-44.

MORGAN (D.), 1984. - Cuckoo-wasps (Hymenoptera, Chrysididae) . Royal Entomological Society of London, Handbooks for the identification of british insects, Vol. 6 part 5. 37 p.

PATINY (S.) & TERZO (M.), 2010. – Catalogue et clé des sous-genres et espèces du genre Andrena de Belgique et du nord de la France (Hymenoptera, Apoidea) . Université de Mons, Belgique. Non publié. 39 p.

PAULY (A.), 2014. - Clé provisoire pour l’identification des Halictus Latreille, 1804 et Lasioglossum Curtis, 1833 de Belgique (Hymenoptera Apoidea Halictidae). Document de travail de Atlas Hymenoptera (non publié). 117 p.

RASMONT (P.),1984. - Le genre Bombus Latreille sensu stricto en Europe Occidentale et Centrale. SPIXIANA, 7 (2) : 135-160.

RASMONT (P.), SCHOLL (A.), DE JONGHE (R.), OBRECHT (E.) & ADAMSKI (A.), 1986. - Identité et variabilité des mâles du genre Bombus Latreille sensu stricto en Europe occidentale (Hymenoptera, Apidae, Bombinae). Revue suisse Zool. , 93 (3) : 661-682.

RASMONT (P.) & TERZO (M.), 2010. – Catalogue et clé des sous-genres et espèces du genre Bombus de Belgique et du nord de la France (Hymenoptera, Apoidea) . Université de Mons, Belgique. Non publié. 28 p.

TERZO (M.) & RASMONT (P.) [traduction de la clé de SCHEUCHL, 2000] - Clé des genres d'apoïdes d'Europe occidentale . Non publié. 36 p.

VAN ACHTERBERG (C.), 1993. – Illustrated key to the subfamilies of the Braconidae (Hymenoptera : Ichneumomoidea). Zoologische Verhandelingen , 283 : 1-189.

DIPTÈRES SYRPHIDAE

BALL (S.) & MORRIS (R.), 2013. - Britain's hoverflies. An introduction to the hoverflies of Britain . Princeton University Press, Wild Guides. 297 p.

COE (R. L.), 1953. – Diptera Syrphidae. Royal Entomological Society of London, Handbooks for the identification of British insects, part X (1). 98 p.

COURTIAL (C.) (coord.), 2013. - Invertébrés continentaux du littoral sableux breton, poursuite de l’inventaire des dunes et des plages sableuses, évaluation de l’impact d’activités humaines et valorisation des résultats . Contrat Nature, Rapport de synthèse. Conseil Régional de Bretagne, DREAL Bretagne, Conseils Généraux du Finistère, du Morbihan, des Côtes d’Armor et d’Ille-et-Vilaine. 290 p.

DUSSAIX (C.), 2013. - Syrphes de la Sarthe. Ethologie, écologie, répartition et développement larvaire . Invertébrés Armoricains, les Cahiers du GRETIA n°9, Rennes. 284 p.

LASKA (P.), PEREZ-BANON (C.), MAZANEK (L.), ROJO (S.), STAHLS (G.), MARCOS-GARCIA (M. A.), BICIK (V.) & DUSEK(J.), 2006. - Taxonomy of the genera Scaeva , Simosyrphus and Ischiodon (Diptera : Syrphidae) : Description of immature stages and status of taxa. Eur. J. Entomol. , 103 : 637-655.

ROTHERAY (G. E.), 1993. – Color Guide to Hoverfly Larvae (Diptera, Syrphidae) in Britain and Europe . Dipterists Digest No.9, Derek Whiteley ed., Sheffield. 160 p.

SARTHOU (J.P.), FROMAGE (P.), GENET (B.), VINAUGER (A.), HEINTZ (W.) & MONTEIL (C.), 2010. – SYRFID, vol. 4 : Syrphidae of France Interactive Data [On-Line URL : syrfid.ensat.fr ].

SARTHOU (J.-P.) & SPEIGHT (M.C.D.), 2005. - Les Diptères Syrphidae, peuple de tous les espaces. Insectes , 137 (2) : 3-8.

SPEIGHT (M.C.D.), 2012. – Species accounts of European Syrphidae (Diptera). Syrph the Net, the database of European Syrphidae , vol. 69. Syrph the Net publications, Dublin. 296 p.

SPEIGHT (M.C.D.) & SARTHOU (J.-P.), 2006. - Révision de la liste des Diptères Syrphidae et Microdontidae de France métropolitaine et de Corse : 505 espèces confirmées dont 13 nouvelles pour cette faune. Bulletin de la Société entomologique de France , 111 (1) : 11-20.

SPEIGHT (M.C.D.) & SARTHOU (J.-P.), 2012. - StN keys for the identification of adult european Syphidae (Diptera) / Clés StN pour l’identification des adultes de Syrphidae (Diptera). Syrph the Net : the database of European Syrphidae , Vol 70. Syrph the Net publications, Dublin. 130 p.

SPEIGHT (M.C.D.), SARTHOU (V.), SARTHOU (J.-P.) & CASTELLA (E.), 2007. – Le syrphe, l’ordinateur et la gestion de la biodiversité. Des insectes comme outils d’analyse et de gestion des réserves naturelles de Haute-Savoie . Asters – Conservatoire départemental des espaces naturels de Haute-Savoie. 59 p.

STUBBS (A.) & FALK (S. J.), 2002. – British Hoverflies : An Illustrated Identification Guide . British Entomological & Natural History Society (2 nd edition). 469 p.

TREIBER., 2015. – La Liste rouge des Syrphes menacés d’Alsace . ODONAT. Document numérique. 20 p.

VALLET (A.) & QUENT (M.), 2013. - Nouvelles espèces de syrphes (Diptera, Syrphidae) pour le département du Cher. Symbioses , 31 : 39 - 42.

VAN STEENIS (J.) & LUCAS (J. A.W.), 2011. - Revision of the West-Palearctic species of Pipizella Rondani, 1856. Dipterists Digest, 18 : 127-180.

FERME-ABEILLE-BIODIVERSITE – Rapport d’activité CERCOPE, 2015 - 67 -

VAN VEEN (M.P.), 2010. - Hoverflies of Northwest Europe . KNNV publishing, 2nd ed. 247 p.

VERLINDEN (L.), 1994. - Faune de Belgique, Syrphides (Syrphidae) . Institut Royal des Sciences Naturelles de Belgique. 289 p.

AUTRES DIPTÈRES

CHANDLER (P. J.), 2010. - A Dipterist's Handbook . The Amateur Entomologist, Volume 15 (2nd Edition). 525 p.

FALCOZ (L.), 1926. – Diptères pupipares. Faune de France 14. Fédération Française des Sociétés de Sciences Naturelles, Lechevalier. 64 p.

HAUPT (J. & H.), 2000. – Guide des mouches et des moustiques . Delachaux et Niestlé, Lausanne-Paris. 352 p.

MARTINEZ (M.), 1986. – Les Diptères Stratiomyidae (1 ère partie). Les Cahiers de liaison de l'OPIE, Vol. 20 (3), 62 : 5-16.

OOSTERBROEK (P.), BYGEBJERG (R.) & MUNK (T.), 2006. – The West Palearctic species of Ctenophoridae (Diptera : Tipulidae) : key, distribution and references. Entomologische Berichten , 66 (5) : 138-149.

PARENT (O.), 1938. – Diptères Dolichopodidae . Faune de France 35. Française des Sociétés de Sciences Naturelles, Paris. 720 p.

SEGUY (E.), 1923. – Diptères Anthomyides . Faune de France 3. Fédération Française des Sociétés de Sciences Naturelles, Paris. 393 p.

SEGUY (E.), 1926. – Diptères (Brachycères) (Stratiomyiidae, Erinnidae, Coenomyiidae, Rhagionidae, Tabanidae, Codidae, Nemestrinidae, Mydaidae, Bombyliidae, Therevidae, Omphralidae ). Faune de France 13. Fédération Française des Sociétés de Sciences Naturelles, Paris. 308 p.

SEGUY (E.), 1927. – Diptères (Brachycères) (Muscidae, Acalypterae et Scatophagidae). Faune de France 17. Fédération Française des Sociétés de Sciences Naturelles, Paris. 190 p.

STUBBS (A.) & DRAKE (M.), 2014. - British Solderflies and their allies. An illustrated guide to their identification and ecology . British Entomological & Natural History Society (2 nd edition). 528 p.

SUMNER (D.), 2004. – Nerioidea, Chap. 1 . Acalyptrate workshop, document prepared for Dipterists Forum. Non publié, 18 p.

VALA (J.C.), 1989. – Diptères Sciomyzidae euros-méditerranéens . Faune de France 72, Fédération Française des Sociétés de Sciences Naturelles, Paris. 300 p. + 9 pl. h.t.

LEPIDOPTERES

ARCHAUX (F.), CHATARD (P.), FAUCHEUX (F.) & LEVEQUE (A.), 2015. – Papillons du Loiret. So.MOS / Alexanor.

CARTER (D. J.) & HARGREAVES (B.), 1988. – Guide des chenilles d’Europe . Delachaux et Niestlé, Paris. 312 p.

DELMAS (S.), 2015. - Bibliographie des Lépidoptères de France . Alexanor / Oreina, Tomes I, II & III. 1300 p.

DEMERGES (D.), FAVRETTO (J.-P.) & POUJOL (A.), 2013. - Les zygènes en Midi-Pyrénées et Languedoc-Roussillon. Clé de détermination. Conservatoire d'Espaces Naturels Midi-Pyrénées / Oreina , Suppl. au n°24. Plaquette 16 p.

HERES (A.), 2011. – Guide des Zygènes de France . Association Roussillonnaise d’Entomologie, suppl. au Tome XX - R.A.R.E., Perpignan. 143 p.

LAFRANCHIS (T.), 2000. – Les Papillons de jour de France, Belgique et Luxembourg et leurs chenilles . Biotope, coll. Parthénope, Mèze. 448 p.

LAFRANCHIS (T.), 2007. – Papillons d’Europe, guide et clés détermination des papillons de jour . Diatheo, 380 p.

LEPERTEL (N.) & QUINETTE (J.-P.), 2009. – Les Pyrales de la Manche. Invertébrés armoricains, les Cahiers du Gretia N°4, Rennes. 124 p

LERAUT (P.), 2006. – Papillons de nuit d’Europe vol. I : Bombyx, Sphinx, Ecailles … N.A.P. éditions, Verrière-le-Buisson. 400 p.

LERAUT (P.), 2009. – Papillons de nuit d’Europe vol.II, Géomètres . N.A.P. éditions, Verrière-le-Buisson. 808 p.

LERAUT (P.), 2012. – Papillons de nuit d’Europe vol.III, Zygènes, Pyrales 1. N.A.P. éditions, Verrière-le-Buisson. 599 p.

LEVEQUE (A.), FAUCHEUX (F.) (coord.), 2007. - Liste rouge des Lépidoptères de la région Centre : 329-357, in Nature Centre, CBNBP, 2014. - Livre rouge des habitats naturels et des espèces menacées de la région Centre. Nature Centre éd. 502 p.

PORTER (J.), 2010. – Colour Identification Guide to Caterpilllars of the British Isles . Apollo Books, Stenstrup, Denmark. 275 p.

ROBINEAU (R.) (coord.), 2007. – Guide des papillons nocturnes de France . Delachaux et Niestlé, Paris. 288 p

SAND (M.), 1878. – Catalogue raisonné des Lépidoptères du Berry & de l’Auvergne (Cher, Indre, Creuse, Puy-de-Dôme, Cantal) . Librairie zoologique de E. Deyrolle, Paris. 207 p.

TOLMAN (T.) & LEWINGTON (R.), 1999. – Guide des papilllons d’Europe et d’Afrique du Nord . Delachaux et Niestlé, Paris. 320 p.

TOWNSEND (M.), CLIFTON (J.) & GOODEY (B.), 2010. - British and Irish moths: an illustrated guide to selected difficult species. Butterfly Conservation. 91 p.

VAN SWAAY (C.) coord., 2010. – Red List of European Butterflies . IUCN publications / Butterflies Conservation Europe. 48 p.

FERME-ABEILLE-BIODIVERSITE – Rapport d’activité CERCOPE, 2015 - 68 -

COLÉOPTÈRES

ALONSO (C.), 2012. Clé simplifiée des Dermestidae de France continentale et de Corse. Document insecte.org en préparation, non- publié. 49 p.

ARNABOLDI (F.) & VELLE (L.), 2010. – Nouvelles localités de Nematodes filum (Fabricius, 1801) : le point sur sa répartition en France. L’Entomologiste , 66 (2) : 85-88.

BALACHOWSKY (A.), 1949. – Coléoptères Scolytides . Faune de France 50. Fédération Française des Sociétés de Sciences Naturelles. 320 p.

BALACHOWSKY (A.) coord., 1962-1963. – Entomologie Appliquée à l’agriculture . Tome I, Coléoptères, Vol 1 et 2. Masson & Cie, Paris. 1385 p.

BARAUD (J.), 1992. – Coléoptères Scarabaeoidea d’Europe . Faune de France 78. Fédération Française des Sociétés de Sciences Naturelles, Paris. 876 p.

BARAUD (J.), 1993. – Les Coléoptères Lucanoidea de l’Europe et du Nord de l’Afrique . Société linnéenne de Lyon. 64 p.

BARTHE (E.), 1928. – Tableaux analytiques des Coléoptères de la faune franco-rhénane (Cerophytidae - Eucnemidae). Miscellanea entomologica, XXXI : 9-45.

BENSE (U.), 1995. – Longhorn beetles. Illustrated key to the Cerambycidae and Vesperidae of Europe . Margraf Verlag, Weikersheim. 512 p.

BERGER (P.), 2012. – Coléoptères Cerambycidae de la faune de France continentale et de Corse. Actualisation de l’ouvrage d’André Villiers, 1978 . R.A.R.E, suppl. au Tome XXI. 663 p.

BINON (M.), 2005. - Contribution à l'inventaire des Insectes Coléoptères de la région Centre : les Buprestidae. Symbioses , n.s., 12 : 71-79.

BINON (M.) & PERU (L.), 1999. - Inventaire préliminaire des longicornes (Coleoptera Cerambycidae) du département du Cher (France). Symbioses , n.s., 1 : 15-30.

BONADONA (P.), 1991. – Anthicidae de la faune de France . Société linnéenne de Lyon. 155 p.

BORDY (B.), 2000. – Coléoptères Chrysomelidae. Hispinae et Cassidinae . Faune de France 85. Fédération Française des Sociétés de Sciences Naturelles, Paris. 260 p. + 27 pl. h.t.

BOUGET (C.), 2001. – Echantillonnage des communautés de Coléoptères Carabiques en milieu forestier. Relation espèces – milieu et variations d’efficacité du piège à fosse. Symbioses (n.s.), n°4 : 55-64.

BOUGET (C.) & VINCENT (R.), 2008. – Les Latridiidae de la faune de France continentale et de Corse : mise à jour de la clé des genres et du catalogue des espèces (Coleoptera, Cucujoidea). Bulletin de la Société entomologique de France , 113 (1) : 101-120.

BRUSTEL (H.), 2001. – Coléoptères saproxyliques et valeur biologique des forêts françaises : perspectives pour la préservation du patrimoine naturel . Thèse de doctorat, Institut National Polytechnique, Toulouse. 327 p.

BRUSTEL (H.) & AUBOURG (J.-B.), 2008. – Nematodes filum (Fabricius, 1801) bien implanté en France (Coleoptera Eucnemidae). L’Entomologiste , 64 (3) : 161-164.

BRUSTEL (H.), BERGER (P.) & COCQUEMPOT (C.), 2002. – Catalogue des Vesperidae et des Cerambycidae de la faune de France (Coleoptera) . Bulletin de la Société Entomologique de France (n.s.), 38 (4) : 443-461.

CHAPELIN-VISCARDI (J.-D.), DOR (C.) & MAILLET-MEZRAY (J.), 2012. – Etude de Coléoptères en milieu agricole de Beauce et du Gâtinais. Liste commentée et espèces remarquables. Campagnes 2010-2011 et synthèse (Essonne et Loiret, France). L’Entomologiste , 68 (3) : 171-184.

CHEREAU (L.), ROBERT (L.) & PARAIS (F.), 2012. – Clé de détermination des Hydrochidae Leach, 1817 du Massif armoricain (Coleoptera, Polyphaga). Invertébrés Armoricains , les Cahiers du GRETIA, 8 : 1-9.

CHEREL (J.), 2010. – Les coccinelles de Bretagne . Invertébrés armoricains, les Cahiers du Gretia N°5, Rennes. 83 p.

CLOUPEAU (R.) & DURAND (O.), 2010. – Note sur la répartition et le statut de Rhyzobius lophanthae (Blaisdell 1892) et de Rhyzobius foriestieri (Mulsant 1853) en France métropolitaine (Coleoptera : Coccinellidae). Harmonia, 4 : 3-16.

CLOUPEAU (R.) & MOUQUET (C.), 2010. – Harmonia axyridis et quelques autres : les coccinelles introduites en France (Coleoptera : Coccinellidae). Symbioses (n.s.), 26 : 8-14.

COIFFAIT (H.), 1972 / 1974 / 1978 / 1982 / 1984. – Coléoptères Staphylinidae de la région paléarctique occidentale, tomes I-V. Suppléments à la Nouvelle Revue d’Entomologie, Le Fauga : 650 p./ 593 p./ 365 p./ 440 p./ 427 p.

COMPTE (J.-C.) et al ., 2011. – Lixus (Coleoptera : Curculionidae : Lixinae : Lixini). Document insecte.org, non publié. 55 p.

CONSTANTIN (R.), 2014. - Observations sur les Cantharidae de France et description de deux nouvelles espèces (Coleoptera, Elateroidea). Bull. Soc. entomol. Fr. , 119 (1) : 91-108.

CONSTANTIN (R.) & LIBERTI (G.), 2011. – Coléoptères Dasytidae de France . Musée des Confluences, Lyon. 144 p.

COSTESSEQUE (R.), 2003. – Les Cryptocephalus de France (Coleoptera Chrysomelidae). Clé de détermination & iconographie. Supplément Rutilans . 38 p. + 10 pl. h.t

COSTESSEQUE (R.), 2005. – Les Aphodius de France. Clé de détermination 1, Magellanes, Andrézy. 78 p.

COULON (J.), 2003-2005. – Les Bembidiina de la faune de France. Clés d’identification commentées (Coléoptères Carabidae Trechinae ). Bulletin de la Société linnéenne de Lyon : 72 (8) 256-272, 73 (4) 163-180, 73 (8) 305-325, 74 (3) 103-120.

COULON (J.), PUPIER (R.), QUEINNEC (E.), OLLIVIER (E.) & RICHOUX (P.), 2011. – Coléoptères Carabidae de France, compléments et mise à jour, Vol.I . Faune de France 93. Fédération Française des Sociétés de Sciences Naturelles, Paris. 352 p. + 17 pl. h.t.

COULON (J.), PUPIER (R.), QUEINNEC (E.), OLLIVIER (E.) & RICHOUX (P.), 2011. – Coléoptères Carabidae de France, compléments et mise à jour, Vol.II . Faune de France 94. Fédération Française des Sociétés de Sciences Naturelles, Paris. 337 p. + 16 pl. h.t.

FERME-ABEILLE-BIODIVERSITE – Rapport d’activité CERCOPE, 2015 - 69 -

DAJOZ (R.), 1985. – Répartition géographique et abondance des espèces du genre Triplax Herbst (Coléoptères, Erotylidae) / Clé de détermination des Triplax de la faune de France. L’Entomologiste , T.41 (3) : 133-145.

DAUPHIN (P.), 1991. – Notes sur les Stenus français (Coleoptera, Staphylinidae), 1. Le sous-genre Stenus . L’Entomologiste 47 (6) : 297-291.

DEBREUIL (M.), 2010. – Les Clytrinae de France (Coleoptera, Chrysomelidae). Supplément Rutilans 1, Villelongue-dels-Monts. 115 p.

DEBREUIL (M.), CANTOT (P.) & COULON (J.), 2015. - Les Pachybrachys de France (Chrysomelidae, Cryptocephalinae). Rutilans . 49 p.

DE LACLOS (E.), MOUY (C.), STRENNA (L.) & AGOU (P.), 2003. - Les Scolytes de Bourgogne . Société d'Histoire Naturelle d'Autun. 239 p.

DOGUET (S.), 1994. – Coléoptères Chrysomelidae, volume 2, Alticinae . Faune de France 80. Fédération Française des Sociétés de Sciences Naturelles, Paris. 694 p.

DU CHATENET (G.), 1986. – Guide des Coléoptères d’Europe (tout court). Delachaux & Niestlé, Neuchâtel-Paris, 479 p.

DU CHATENET (G.), 2000. – Coleoptères phytophages d’Europe. N.A.P. éd., Verrière-le-Buisson. 360 p.

DU CHATENET (G.), 2002. – Coleoptères phytophages d’Europe, Tome II, Chrysomelidae . N.A.P. éd., Verrière-le-Buisson. 260 p.

DU CHATENET (G.), 2014. - Coléoptères phytophages d'Europe, Tome III. Anthribidae, Bruchidae, Curculionidae Entiminae . N.A.P. éd. 446 p.

DURAND (O.) & BARBIER (S.), 2015. – Les Coccinelles de Maine-et-Loire . Anjou Nature, 5. 228 p.

DUVERGER (C.), 1990. – Catalogue des Coléoptères Coccinellidae de France continentale et de Corse. Essai de mise à jour critique . Bulletin de la Société Linnéenne de Bordeaux T.18 (2), Bordeaux. 90 p.

EHRET (J.-M.), 1990. – Les Apions de France (Coleoptera, Curculionidae, Apioninae). Société linnéenne de Lyon. 84 p.

FARRUGIA (S.), 2007. – Les Agrilus de France . Magellanes, Clé de détermination 2. 125 p.

FERRET-BOUIN (P.), 1995. – Clé illustrée des familles des Coléoptères de France. L’Entomologiste , Tome 50 (Suppl.du cinquanteraire). 56 p.

FOREL (J.) & LEPLAT (J.), 2001. – Faune des carabiques de France – I. Collection systématique vol. 5, éditions Magellanes, Andrésy. 98 p.

FOREL (J.) & LEPLAT (J.), 2003. – Faune des carabiques de France – XI . Collection systématique vol. 7, éditions Magellanes, Andrésy. 128 p.

FOREL (J.) & LEPLAT (J.), 2005. – Faune des carabiques de France – X. Collection systématique vol. 12, éditions Magellanes, Andrésy. 134 p.

FREUDE (H.), HARDE (K.-W.), LOHSE (A.), 2004 (1976). – Die Käfer Mitteleuropas, Band 2. Adephaga I, Carabidae (Laufkäfer). Spektrum Akademischer verlag, Elsevier GmbH. 521 p.

FREUDE (H.), HARDE (K.-W.), LOHSE (A.), 1971. – Die Käfer Mitteleuropas, Band 3. Adephaga II, Palpicornia, Histeroidea, Staphilinoidea I. Goecke & Evers, Krefeld. 365 S.

FREUDE (H.), HARDE (K.-W.), LOHSE (A.) & KLAUSNITZER (B.), 2012 (1964). – Die Käfer Mitteleuropas, Band 4. Staphylinidae (exklusive Aleocharinae, Pselaphinae und Scydmaeninae). 2. Auflage . Spektrum Akademischer verlag, Elsevier GmbH, München. 560 S.

FREUDE (H.), HARDE (K.-W.) & LOHSE (A.), 1974. - Die Käfer Mitteleuropas, Band 5. Staphylinidae II (Hypocyphtinae und Aleocharinae), Pselaphidae. Goecke & Evers. 381 S.

FREUDE (H.), HARDE (K.-W.) & LOHSE (A.), 1979. - Die Käfer Mitteleuropas, Band 6. Diversicornia. Goecke & Evers, Krefeld. 367 S.

FREUDE (H.), HARDE (K.-W.), LOHSE (A.), 1967. – Die Käfer Mitteleuropas, Band 7. Clavicornia (Ostomidae-Ciidae). Goecke & Evers. 310 S.

FREUDE (H.), HARDE (K.-W.), LOHSE (A.), 1969. – Die Käfer Mitteleuropas, Band 8. Terdilia, Heteromeri, Lamellicornia. Goecke & Evers. 388 S.

FREUDE (H.), HARDE (K.-W.), LOHSE (A.), 1966. – Die Käfer Mitteleuropas, Band 9. Cerambycidae, Chrysomelidae. Goecke & Evers. 299 S.

FREUDE (H.), HARDE (K.-W.), LOHSE (A.), 1981. - Die Käfer Mitteleuropas, Band 10. Bruchidae, Anthribidae, Scolytidae, Platypodidae, Curculionidae. Goecke & Evers. 310 S.

FREUDE (H.), HARDE (K.-W.), LOHSE (A.), 1983. - Die Käfer Mitteleuropas, Band 11. Familienreiche : Rhynchophora (Schluß). Goecke & Evers, Krefeld. 342 S.

GERSTMEIER (R.), 1998. – Checkered Beetles : illustrated key to the Cleridae and Thanerocleridae of the western Palearctic = Buntkäfer . Margraf. 241 p. + 8 pl. h.t.

GOURREAU (J. M.), 1974. – Systématique de la tribu des Scymnini (Coccinellidae) . Annales de Zoologie, écologie animale, Saint-Amand. 222 p.

GRASER (K.), 1990. - Beiträge zur Insectenfauna der DDR : Coleoptera- Pyrochroidae (mit ein bestimmungstabelle für die Larven von B. KLAUSNITZER). Entomologische Nachrichten und Berichte , 34 (2) : 57-63.

HASTIR (P.) & GASPAR (C.), 2001. Diagnose d’une famille de fossoyeurs : les Silphidae. Notes fauniques de Gembloux , Belg., n°44 : 13-25.

HOFFMAN (A.), 1945. – Coléoptéres Bruchides et Anthribides . Faune de France 44. Fédération Française des Sociétés de Sciences Naturelles, Paris. 184 p.

HOFFMAN (A.), 1950. – Coléoptéres Curculionides I . Faune de France 52. Fédération Française des Sociétés de Sciences Naturelles : 1- 486.

HOFFMAN (A.), 1954. – Coléoptères Curculionides II . Faune de France 59. Fédération Française des Sociétés de Sciences Naturelles : 487-1208.

HOFFMAN (A.), 1958. - Coléoptères Curculionides III. Faune de France 62. Fédération Française des Sociétés de Sciences Naturelles : 1209-1839.

HORELLOU (A.), 2010. – Les Amara de France et de Corse . Non publié. 25 p.

FERME-ABEILLE-BIODIVERSITE – Rapport d’activité CERCOPE, 2015 - 70 -

HURKA (K.), 1996. – Carabidae of the Czech and Slovak Republics. Illustrated key . Kabourek, Zlin, Czech Republic. 566 p.

IABLOKOFF-KHNZORIAN (S.M.), 1982. – Les Coccinelles, Coléoptères-Coccinellidae. Tribu Coccinellini des régions Paléarctique et Orientale . Soc. Nouv. Editions Boubée, Paris. 568 p.

JEANNEL (R.), 1941. – Faune de France 39, coléoptères carabiques I. Fédération Française des Sociétés de Sciences Naturelles, Paris. 571 p.

JEANNEL (R.), 1942. – Faune de France 40, coléoptères carabiques II . Fédération Française des Sociétés de Sciences Naturelles, Paris. 602 p.

JUILLERAT (L.) & VOGELI (M.), 2004. – Gestion des vieux arbres et maintien des Coléoptères saproxyliques en zone urbaine et périurbaine . Centre Suisse de Cartographie de la Faune. 20 p.

KLAUSNITZER (B.), 2004. – Eine neue Gattung der Familie Scirtidae (Insecta : Coleoptera). Entomologische Abhandlungen , 62 (1) : 77-82.

LAIBNER (S.), 2000. – Elateridae of the Czech and Slovak Republics . Kabourek, Zlin. 292 p.

LEMESLE (B.), 2008. – Agrobiologie et insectes du sol, l’exemple des Carabidae (Coleoptera), indicateurs de naturalité. Site cultivé en cultre biologique expérimentale d’Archigny (F. 86). Raport d’étude 2006-2007 ETL / Vienne Agrobio. 73 p.

LESEIGNEUR (L.), 1972. – Coléoptères Elateridae de la faune de France continentale et de Corse . Société linnéenne de Lyon. 379 p.

LESEIGNEUR (L.), 1978. – Les Hypocoelus (Eucnemidae) de la faune de France, Systématique et distribution. L’Entomologiste, 34 (3) : 105-123.

LESIMPLE (J.) & PERU (L.), 2000. - Liste partielle des coléoptères du Cher (1ère partie). Symbioses , n.s., 2 : 31-50.

LESIMPLE (J.) & PERU (L.), 2000. - Liste partielle des coléoptères du Cher (2ème partie). Symbioses , n.s., 3 : 3-18.

LHOIR (J.), FAGOT (J.), THIEREN (Y.) & GILSON (G.), 2003. – Efficacité du piègeage, par les méthodes classiques, des Coléoptères saproxyliques en région wallonne (Belgique). Notes faunistiques de Gembloux , 50 : 49-61.

LOTT (D. A.) & ANDERSON (R.), 2011. - The Staphilinidae (rove beetles) of Britain and Ireland. Parts 7 & 8: Oxyporinae, Steninae, Euaesthetinae, Pseudopsinae, Paederinae, Staphylininae . Handbooks for the Identification of British Insects, Vol. 12 Part 7. Royal Entomological Society. 340 p.

LUCHT (W.) & KLAUSNITZER (B.), 2008. – Die Käfer Mitteleuropas, Band 15 = Suppl.-Bd 4. Goecke & Evers, Krefeld. 398 S.

MACHARD (P.), 2013. - Carabiques du Loir-et-Cher. Catalogue commenté (Coleoptera, Carabidae). Bull. de l'Entomologie Tourangelle et Ligérienne , 34 (2) : 47-72.

MORRIS (M.G.), 2008. True Weevils (Part II) (Coleoptera: Curculionidae, Ceutorhynchinae) . Royal Entomological Society, Handbook for the identification of insects, Vol.5 Part 17c. 130 p.

NIETO (A.) & ALEXANDER (K. N.A.) (coord.), 2010. – European Red List of Saproxylic Beetles . IUCN / European comission. 46 p.

NOVAK (V.), 2014. - Beetles of the family Tenebrionidae of Central Europe . Academia Praha, Zoological Keys 3. 418 p.

PAULIAN (R.) & BARAUD (J.), 1982. – Faune des Coléoptères de France, II, Lucanoidea et Scarabaeoidea . Lechevalier, Paris. 477 p.

PERU (L.), 2003. – Eléments pour un catalogue des longicornes (Coleoptera, Cerambycidae) de la région Centre. Symbioses , n. s., 9 : 73-80.

PESLIER (S.), 2006. – Clé de détermination illustrée des Anomalinae de France. (Coleoptera, Scarabaeoidea, Rutelidae). R.A.R.E ., XV (1) : 17-24.

PLATA-NEGRACHE (P), 2010. – Estudio de la familia Malachiidae Fleming, 1821 (Coleoptera : Cleroidea) en la Comunidad Autonomade Galicia (N.W de la Peninsula Iberica). Archivos Entomoloxicos 3, La Laguna : 3-80.

RHEINHEIMER (J.) & HASSLER (M.), 2010. - Die Rüsselkäfer Baden-Württembergs . Verlag regionalkultur. Staatliche Naturschutzverwaltung Baden-Württemberg. 944 p.

SAINTE-CLAIRE DEVILLE (J.), 1935-1938. – Catalogue raisonné des Coléoptères de France . L’Abeille, fasc. I, II, III, IV vol. XXXVI, Paris. 466 p.

SAMA (G.), 2002. – Atlas of the Cerambycidae of Europe and the Mediterranean Area. Vol. I Northern, Western, Central and Eastern Europe . Kabourek, Zlin, Czech republic. 173 p.

SCHAEFER (L.), 1949b. – Les Buprestides de France. Tableaux ananlytiques des Coléoptères de la faune franco-rhénane. France, Rhénanie, Belgique, Hollande, Valais, Corse - Famille LVI Miscellanea Entomologica, supplément, 511 p. + 25 pl.

SCHAEFER (L.), 1955. – Les Buprestides de France. Supplément. Miscellanea Entomologica , 48 (1-3) : 1-43.

SCHAEFER (L.), 1984. – Les Buprestides de France, mise à jour 1983. Miscellanea Entomologica , 50 (1) : 1-72.

SECCHI (F.) 2000. – Coleoptera Hydrophilidae de France continentale et de Corse, clés commentées . SOCAMUSO, Rebréchien, non publié. 44 p.

SECCHI (F.) 2002. – Clés simplifiées et Catalogue commenté de la super-famille des Cucujoidea Latreille, 1802, de France (Coleoptera, Polyphaga) . SOCAMUSO, non publié.

SECCHI (F.), 2002. – Clés simplifiées et catalogue commenté des Tenebrionidae de France continentale et de Corse (Coleoptera, Tenebrionoidea) . non publié. 56 p.

SECCHI (F.), 2002. – Histeridae de France. SOCAMUSO, non publié. 19 p.

SECCHI (F.), BINON (M.), GAGNEPAIN (J.-C.), GENEVOIX (P.) & ROUGON (D.), 2010. – Les Coléoptères Carabidae du département du Loiret. L’Entomologiste 65, suppl. 48 p.

SOLDATI (F.), 2007. – Fauna of France and Corsica, Coleoptera Tenebrionidae (Alleculinae excluded), systematic catalogue and atlas . Mémoires de la Société linnéenne de Bordeaux, Tome 6. 186 p.

FERME-ABEILLE-BIODIVERSITE – Rapport d’activité CERCOPE, 2015 - 71 -

TEMPERE (G.) & PERICART (J.), 1989. – Coléoptères Curculionidae (quatrième partie : compléments). Faune de France 74. Fédération Française des Sociétés de Sciences Naturelles, Paris. 534 p.

TRAUTNER (J.) & GEIGENMULLER (K.), 1987. – Tiger beetles ground beetles. Illustrated key to the Cicindelidae and Carabidae of Europe . V. J. Margraph, Aichtal, Germany. 488 p.

TRONQUET (M.), 2006. – Catalogue iconographique des Coléoptères des Pyrénées-Orientales. Volume I : Staphylinidae . Suppl. Tome XV, R.A.R.E, Perpignan. 127p. + 78 pl.h.t

TRONQUET (M.) (coord.), 2014. - Catalogue des Coléoptères de France . Association Roussillonnaise d'Entomologie. 1052 p.

VAZQUEZ (X. A.), 2002. – European Fauna of Oedemeridae (Coleoptera). Argania editio, S. C. P, Barcelona, Spain. 179 p.

VILLIERS (A.), 1978. – Faune des Coléoptères de France, I, Cerambycidae . Lechevalier, Paris. 611 p.

WARCHALOWSKY (A.), 2003. – Chrysomelidae. The leaf-beetles of Europe and the Mediterranean area . Natura Optima Dux, Warszawa. 600 p.

WINKELMAN (J.) & DEBREUIL (M.), 2008. – Les Chrysomelinae de France (Coleoptera, Chrysomelidae) . Supplément Rutilans 2008, Villelongue- dels-Monts. 188 p.

ZAGATTI (P.), 2006. – Clé illustré des cétoines de France . OPIE, document insecte.org, non publié. 8 p.

ZAHRADNIK (P.), 2013. – Beetles of the family Ptinidae of Central Europe . Zoological Keys, Academia, Prague. 352 p.

ZAMPETTI (M. F.) & RICCI (M. S.), 2012. - Guida ai Coleotteri Bruchidi della Fauna Italiana. Sistemactica e biologia. Gestione e controllo (Bruchidae). Darwin Edizioni, Rome. 430 p. + 76 pl. + 81 maps.

HÉMIPTÈRES HÉTÉROPTÈRES

AUKEMA (B.), CHEROT (F.), VISKENS (G.) & BRUERS (J.), 2014. - Atlas des Miridae de Belgique (Insecta : Heteroptera) . Faune de Belgique, Institut Royal des Sciences naturelles de Belgique. 311 p.

AUKEMA (B.) & RIEGER (C.) (editors), 1995. - Catalogue of the Heteroptera of the Palaearctic Region. Volume 1 : Enicocephalomorpha, Dipsocoromorpha, Nepomorpha, Gerromorpha and Leptopodomorpha . Netherlands Entomological Society, Wageningen, The Netherlands. 222 p.

AUKEMA (B.) & RIEGER (C.) (editors), 1996. - Catalogue of the Heteroptera of the Palaearctic Region. Volume 2 : Cimicomorpha I. Netherlands Entomological Society, Wageningen, The Netherlands. 360 p.

AUKEMA (B.) & RIEGER (C.) (editors), 1999. - Catalogue of the Heteroptera of the Palaearctic Region. Volume 3 : Miridae. Netherlands Entomological Society, Wageningen, The Netherlands. 577 p.

AUKEMA (B.) & RIEGER (C.) (editors), 1999. - Catalogue of the Heteroptera of the Palaearctic Region. Volume 4 : Pentatomorpha I (Aradidae to Pyrrhocoridae). Netherlands Entomological Society, Wageningen, The Netherlands. 346 p.

AUKEMA (B.) & RIEGER (C.) (editors), 1999. - Catalogue of the Heteroptera of the Palaearctic Region. Volume 5 : Pentatomorpha II (Stenocephalidae to Pentatomidae). Netherlands Entomological Society, Wageningen, The Netherlands. 550 p.

COCQUEMPOT (C.), MATOCQ (A.) & PELLETIER (J.), 1999 (1996). – Les Hémiptères Hétéroptères d’Indre-et-Loire. Bilan des connaissances actuelles. Cahiers des naturalistes , Bull. N.P . (n.s.), 52 : 25-54..

DELLA GIUSTINA (W.), 1989. – Homoptères Cicadellidae volume 3, compléments . Faune de France 73. Fédération Française des Sociétés de Sciences Naturelles, Paris. 348 p.

DERJANSCHI (V.) & PERICART (J.), 2005. – Hémiptères Pentatomoidea euro-méditerranéens, volume I . Faune de France 90. Fédération Française des Sociétés de Sciences Naturelles, Paris. 494 p. + 16 pl. h.t.

DUSOULIER (F.) & LUPOLI (R.), 2006. – Synopsis des Pentatomoidea Leach, 1815 de France métropolitaine (Hemiptera, Heteroptera). Nouv. Revue Ent . (N.S.), T.23 (1) : 11-44.

DUSOULIER (F.) & LUPOLI (R.), 2015. - Les Pentatomoidea de France : clarifications taxinomiques et mises à jour nomenclaturales et biogeographiques (Hemiptera Heteroptera). L' Entomologiste , 71 (6) : 353-366.

DUSOULIER (F.) & MAGNIEN (P.), 2006. - Contribution à la connaissance des Thyreocoris de France (Heteroptera : Thyreocoridae). Bull. Soc. Sc. Nat. Ouest de la France (n.s.), 28 (3) : 170-175.

DUSOULIER (F.) & MOUQUET (C.), 2007. – Clé de détermination des Acanthosomatidae Signoret, 1864 du massif armoricain (Hemiptera, Heteroptera). Invertébrés Armoricains, les Cahiers du GRETIA n°1 : 7-13.

EHANNO (B.), 1987. – Les Hétéroptères Mirides de France. Tome II.A : Inventaire et synthèse écologiques . Secrétariat de la Faune et de la Flore, MNHN, Paris : 1-647.

EHANNO (B.), 1987. – Les Hétéroptères Mirides de France. Tome II.B : Inventaire biogéographique et atlas . Secrétariat de la Faune et de la Flore, MNHN, Paris : 648-1075.

GAROUSTE (R.), 2015. - Hémiptères de France . Delachaux & Niestlé. 318 p.

GUNTHER (H.) & STRAUSS (G.), 2008. – Pilophorus Pericartii nov. spec. , a new species of plant bugs from Southern Spain (Heteroptera, Miridae). Nouvelle Revue d’Entomologie 25 (3) : 221-225.

FERME-ABEILLE-BIODIVERSITE – Rapport d’activité CERCOPE, 2015 - 72 -

HEISS (E.) & PERICART (J.), 2007. – Hémiptère Aradidae, Piesmatidae, et Dipsocoromorphes euro-méditerranéens. Faune de France 91. Fédération Française des Sociétés de Sciences Naturelles, Paris. 509 p. + 8 pl. h.t.

INGLEBERG (H.), 2003. – Hétéroptères de Paris Intra-Muros. L’Entomologiste, 59 (1-2) : 13-23.

LUPOLI (R.), 1990. – Notes sur la biologie et la répartition d’ Ancyrosoma leucogrammes (Gmelin) 1789 (Heteroptera : Podopinae). L’Entomologiste , 46 (1) : 27-33.

LUPOLI (R.), 1993. – La répartition d’ Ancyrosoma leucogrammes (Gmelin, 1790) (Heteroptera, Pentatomidae) et l’ensoleillement en France. L’Entomologiste, 49 (4) : 193-196.

LUPOLI (R.), 1997. – Notes sur quelques punaises peu connues rencontrées sur les Crucifères (Heteroptera Pentatomidae Euridemini & Podopinae) . L’Entomologiste, 53 (2) : 87-91.

LUPOLI (R.), 2014. – Identification des larves du genre Carpocoris en France incluant l’espèce valide Carpocoris mediterraneus Tamanini, 1958 (Hemiptera Pentatomidae). L’Entomologiste , 70 (1) : 51-55.

LUPOLI (R.) & DUSOULIER (F.), 2015. - Les Punaises Pentatomoidea de France . Editions Ancyrosoma. 429 p.

MAGNIEN (P.) & PONEL (P.), 2010-2011. – Les espèces du genre Ochetostethus Fieber, 1860 en France. Découverte d’ Ochetostethus melonii Rizzoti-Vlach, 2000 en Corse, nouveau pour la faune de France (Heteroptera, Cydnidae, Sehirinae). Nouvelle Revue d’Entomologie (N.S.), 27 (4) : 303-310.

MATOCQ (A.), 1993. – Présence en France de Psallus confusus Rieger 1981 et observation de quelques autres captures intéressantes (Hémiptera, Heteroptera). L’Entomologiste , 49 (3) : 113-120.

MATOCQ (A.) & PLUOT-SIGWALD (D.), 2012. - Révision des Amblytylus et essai de mise au point sur les genres Amblytylus Fieber et Megalocoleus Reuter (Heteroptera : Miridae : Phylinae). Annales de la Société Entomologique de France , 48 (1-2) : 123-154.

MAURETTE (J.), 1989. – Contribution à l’inventaire entomologique d’Eure-et-Loir. Hémiptères, Pentatomides. Bull. Soc. Amis Mus. Chartres Naturalistes Eure-et-Loir , 9 : 29-58.

MOULET (P.), 1995. – Hémiptères Coreoidea euro-méditerranéens . Faune de France 81. Fédération Française des Sociétés de Sciences Naturelles, Paris. 327 p. + 3 pl. h.t.

MOULET (P.), 2013. - Hémiptères Coreoidea euro-méditerranéens , Addenda et corrigenda à apporter à l’ouvrage. Faune de France et régions limitrophes 81. Fédération Française des Sociétés de Sciences Naturelles, Paris. 58 p.

PERICART (J.), 1972. – Hémiptères Anthocoridae, Cimicidae et Microphysidae de l’Ouest-Paléarctique . Faune de l’Europe et du bassin méditerranéen 7. Masson et Cie, Paris. 402 p

PERICART (J.), 1983. – Hémiptère Tingidae euro-méditerranéens. Faune de France 69. Fédération Française des Sociétés de Sciences Naturelles, Paris. 618 p.

PERICART (J.), 1984. – Hémiptère Berytidae euro-méditerranéens. Faune de France 70. Fédération Française des Sociétés de Sciences Naturelles, Paris. 171p. + 2 pl. h.t.

PERICART (J.), 1987. – Hémiptère Nabidae d’Europe occidentale et du Maghreb. Faune de France 71. Fédération Française des Sociétés de Sciences Naturelles, Paris. 185 p.

PERICART (J.), 1990. – Hémiptères Saldidae et Leptopodidae d’Europe occidentale et du Maghreb . Faune de France 77. Fédération Française des Sociétés de Sciences Naturelles, Paris. 238 p.

PERICART (J.), 1998. – Hémiptères Lygaeidae euro-méditerranéens. Faune de France 84A, 84B, 84C. Fédération Française des Sociétés de Sciences Naturelles, Paris. 468 p. / 453 p, / 487 p.

PERICART (J.), 2010. – Hémiptères Pentatomoidea euro-méditerranéens. Volume 3 : Podopinae et Asopinae. Faune de France 93, Fédération Française des Sociétés de Sciences Naturelles, Paris. 291 p. + 24 pl. h.t.

PUTSHKOV (P.V.) & MOULET (P.), 2009. - Hémiptère Reduviidae d’Europe. Faune de France 92. Fédération Française des Sociétés de Sciences Naturelles, Paris. 668p. + 24 pl. h.t.

RABITSCH (W.), 2008. – Alien True Bugs of Europe (Insecta : Hemiptera : Heteroptera) . Magnolia Press, Zootaxa , 1827 : 1-44.

RIBES (J.), PAGOLA-CARTE (S.) & ZABALEGUI (I.), 2008. – On some palearctic Carpocorini (Hemiptera: Pentatomidea: Pentatominae). Heteropterus Rev. Entomol ., 8 (2) : 155-169.

STRAUß (G.), 2011. - CORISA, Wanzenabbildungen. Biberach, Deutchland. [CD-Rom]

VILLIERS (A.), 1977. – Atlas des Hémiptères de France . Boubée, Paris. 237 p.

WACHMANN (E.), MELBER (A.) & DECKERT (J.), 2004, 2006, 2007, 2008, 2012 – Wanzen . Band 1-5. Die Tierwelt Deutschlands Begründet 1925 von Friedrich Dahl 75, 77, 78, 81 und 82 Teil. Goecke & Evers, Keltern. 288 S., 263 S., 272 S., 230 S., 256 S.

WAGNER (E.) & WEBER (H. H.), 1964 – Hétéroptères Miridae . Faune de France 67. Fédération Française des Sociétés de Sciences Naturelles édit., Paris. 589 p.

WHEELER Jr. (A. G.), 2001. – Biology of the Plant Bugs (Hemiptera: Miridae). Pests, Predators, Opportunists . Cornell University Press, New-York. 507 p.

FERME-ABEILLE-BIODIVERSITE – Rapport d’activité CERCOPE, 2015 - 73 -

AUTRES HÉMIPTÈRES

BIEDERMANN (R.) & NIEDRINGHAUS (R.), 2009. The Plant- and Leafhoppers of Germany. Identification key to all species . W.A.B - Fründ, Scheeßel, Germany. 409 p.

KUNZ (G.), NICKEL (H.) & NIEDRINGHAUS (R.), 2011. – Fotoatlas der Zikaden Deutschlands . W.A.B – Fründ, Scheeßel, Germany. 293 p.

NICKEL (H.), 2003. – The Leafhoppers and Planthoppers of Germany (Hemiptera, Auchenorrhyncha) : patterns and strategies in a highly diverse group of phytophagous insects. Pensoft Publishers / Goecke & Evers. 460 p.

NICKEL (H.) & REMANE (R.), 2002. – Checklist of the Planthoppers and Leafhoppers of Germany, with notes on food plants, diet width, life cycle, geographic range and conservation statut (Hemiptera : Fulgomorpha and Cicadomorpha). Beiträge zur Zikadenkunde, 5 : 27-64.

RIBAUT (H.), 1936. – Homoptères Auchénorhynques (I. Typhlocybidae). Faune de France 31. Fédération Française des Sociétés de Sciences Naturelles, Paris. 231 p.

RIBAUT (H.), 1952. – Homoptères Auchénorhynques (II. Jassidae). Faune de France 57. Fédération Française des Sociétés de Sciences Naturelles, Lechevalier, Paris. 474 p.

ORTHOPTERES, BLATTES ET MANTES

ASCETE, 2010 (mise à jour septembre 2014). – Liste des Orthoptères de France (Orthoptera, Phasmatodea, Mantodea). Matériaux Orthoptériques et Entomocénotiques, 14 : 5-16.

BELLMAN (H.) & LUQUET (G.), 2009. – Guide des sauterelles, grillons et criquets d’Europe occidentale . Delachaux et Niestlé. 384 p.

BONNET (E.), VILKS (A.), LENAIN (J.-F.) & PETIT (D.), 1997. – Analyse temporelle et structurale de la relation Orthoptères-végétation . L.A.S.E.H, Faculté des Sciences de Limoges : 209-216.

CHOPARD (L.), 1951. – Orthoptéroïdes . Faune de France 56. Fédération Française des Sociétés de Sciences Naturelles, Paris. 359 p.

CLOUPEAU (R.), BEZANNIER (F.), LETT (J.-M.), PRATZ (J.-L.)., SALLE (C.), 2000. – Liste commentée des Orthoptères de la Région Centre (Insecta : Orthoptera). Recherches Naturalistes en Région Centre , 8 : 3-16.

CORAY (A.) & THORENS (P.), 2001. - Orthoptères de Suisse, Clé de détermination . Fauna Helvetica 5, Centre suisse de carto. de la faune. 235 p.

DEFAUT (B.), 1999b. - Synopsis des Orthoptères de France . Matériaux entomocénotiques , hors série (2ème edition). Bédeilhac, 87 p.

DEFAUT (B.), 2001. – La détermination des Orthoptères de France (2e édition). B. Defaut éditeur, Bédeihac. 85 p.

DEFAUT (B.), SARDET (E.) & BRAUD (Y.) (coord.), 2009. – Catalogue permanent de l’entomofaune française, fasc. 7, Orthoptera : Ensifera et Caelifera . U.E.F. éditeur, Dijon. 94 p.

DOHOGNE (R.), 2013. – Atlas de répartition des Orthoptères, Phasme et Mante du département de l’Indre . Indre Nature, Chateauroux. 196 p.

LIANA (A.), 1987. – La variabilité morphologique de Metrioptera (Bicolorana) bicolor (Phil.) (Orthoptera) . Annales Zoologici , Polska Akademia Nauk, Warsawa, T.40, Nr.12. 29 p.

KO ČÁREK (P.), HOLUŠA (J.) & VIDLI ČKA (L’), 2005. - Blattaria, Mantodea, Orthoptera & Dermaptera of the Czech and Slovak Republics. Illustrated key. Kabourek, Zlín. 350 p.

MAUREL (J.-P.), 2012. – Une nouvelle espèce de blatte découverte dans le département du Lot (France) : Ectobius vinzi nov. sp. (Dictyoptera, Blatellidae, Ectobiinae) [et clé des espèces françaises du genre Ectobius]. R.A.R.E. , T. XXI (3) : 109-119

RYELANDT (J.), 2013. – Clé d’identification des criquets (Orthoptères – Acrididae) de la région Centre . Non publié. 80 p.

ODONATES

BAETA (R.), SANSAULT (E.) & PINCEBOURDE (S.), 2012. - Déclinaison régionale du Plan National d’Actions en faveur des Odonates en région Centre 2013-2017 . ANEPE-Caudalis / IRBI / DREAL. 112 p.

BOUDOT (J.-P.) & KALKMAN (V. J.), 2015. – Atlas of the European dragonflies and damselflies . KNNV Publishing, the Netherlands. 381 p.

BROCHARD (C.), GROENENDIK (D.), VAN DER PLOEG (E.) & TERMAAT (T.), 2012. - Fotogids Libellenlarvenhuidjes . KNNV Uitgeverij. 224 p.

D'AGUILAR (J.) & DOMMANGET (J.-L.), 1998. - Guide des Libellules d'Europe et d'Afrique du Nord . Delachaux et Niestlé, Les Guides du Naturaliste (2nde éd.). 463 p.

DIJKSTRA (K. -D.B.), 2007. – Guide des libellules de France et d’Europe. Delachaux et Niestlé, Paris. 320 p.

DOUCET (G.), 2010. – Clé de détermination des exuvies des odonates de France . Société Française d’Odonatologie , Bois-d’Arcy. 64 p.

GRAND (D.) & BOUDOT (J.-P.), 2006. – Les Libellules de France, Belgique et Luxembourg. Biotope, collection Parthénope, Mèze . 480 p.

FERME-ABEILLE-BIODIVERSITE – Rapport d’activité CERCOPE, 2015 - 74 -

GRAND (D.), BOUDOT (J.-P.) & DOUCET (G.), 2014. - Cahier d'identification des Libellules de France, Belgique, Luxembourg & Suisse . Editions Biotope, Mèze. 136 p.

HEIDEMANN (H.) & SEIDENBUSCH (R.), 2002. - Larves et exuvies des Libellules de France et d'Allemagne (sauf de Corse) . Société française d'odonatologie. 416 p.

AUTRES ORDRES D’INSECTES

ALBOUY (V.) & CAUSSANEL (C.), 1990. – Dermaptères ou perce-oreilles . Faune de France 75. Fédération Française des Sociétés de Sciences Naturelles, Paris. 245 p. + 8 pl.

ASPOCK (H.), 2002. – The biology of Raphidioptera : a review of present knowledge. Acta Zoologica Ac. Sc. Hungaricae , Suppl. 2 : 35-50.

BADONNEL (A.), 1943. – Les Psocoptères . Faune de France 42. Fédération Française des Sociétés de Sciences Naturelles, Paris. 164 p.

CANARD (M.) & THIERRY (D.), 2013. - Identification des Chrysoperla de France (Neuroptera : Chrysopidae). R.A.R.E. , 22 (2) : 75-84

LELONG (P.), 1990. – Identification et biologie des Phasmes français. Le Monde des Phasmes n°9-10, Sainte-Foy-d’Aigrefeuille : 3-12.

LIENHARD (C.), 1998. – Psocoptères euro-méditerranéens . Faune de France 83, Fédération Française des Sociétés de Sciences Naturelles, Paris. 517 p. + 11pl. h.t.

MAZEL (R.), CANARD (M.) & THIERRY (D.), 2006. Clés synoptiques des Chrysopidae de France. R.A.R.E. Tome XV (1) : 29-45.

SAN MARTIN (G.), 2004. – Clé de détermination des Chrysopidae de Belgique . Jeunes & Nature asbl, Wavre. 42 p.

TILLIER (P.), 2008. - Contribution à l'étude des Mécoptères de France. Deuxième partie : clé de détermination des Panorpa de France (Mecoptera Panorpidae). L'Entomologiste , 64 (1) : 21-30.

AUTRES ARTHROPODES

BELLMAN (H.), 2014. - Guide photo des araignées et autres arachnides d'Europe . Delachaux et Niestlé. 432 p.

CANARD (A.) & YSNEL (F.), 2008. – Les Araignées . Ed. Apogée / Espace des sciences nature, Rennes. 64 p.

CANARD (F.) (coord.), 2008. – Au fil des araignées . Editions Apogée, diffusion PUF, Rennes. 128 p.

CANARD (A.), 2005. - Catalogue of Spiders Species from Europe and the Mediterranean basin, Part I & II. Revue Arachnologique 15 (3), J.C.Ledoux Ed., Solignac-sur-Loire. 255 p.

CANARD (A.) & ROLLARD (C.), 2015. - A la découverte des Araignées . Dunod, coll. L'amateur de nature. 192 p.

EMERIT (M.), 1996. - Clé des Opilions de France . 60 p. (non-publié)

HILLYARD (P. D.), 2005. - Harvestmen . Synopses of the British Fauna (New Series), No. 4 (Third Edition). Field Studies Council. 167 p.

HOPKIN (S. P.), 2007. - A Key to the Collembola (Springtails) of Britain and Ireland . AIDGAP. FSC Publications, Telford. 246 p.

IORIO (E.), 2010. – Lithobies de France . Revue de l’Association Roussillonnaise d’Entomologie, Suppl. au Tome XX. 104 p.

IORIO (E.), 2014. - Catalogue biogéographique et taxonomique des chilopodes (Chilopoda) de France métropolitaine. Mémoires de la Société Linnéenne de Bordeaux , Tome 15. 372 p.

JONES (D.), 1990. – Guide des araignées et des opilions d’Europe . Delachaux et Nieslé, Paris. 383 p

LEDOUX (J.-C.) & CANARD (A.), 1991. – Initiation à l’étude systématique des araignées. J.-C. Ledoux édit., Aramon. 66 p.

LE PERU (B.), 2007. - Catalogue et répartition des araignées de France . J.-C. Ledoux édit., Solignac-sur-Loire. 468 p.

LE PERU (B.), 2011. - The Spiders of Europe, synthesis of data (vol 1). Atypidae to Theridiidae . Mém. de la Societé linnéenne de Lyon n°2. 522 p.

PEREZ-EID (C.), 2007. – Les tiques. Identification, biologie, importance médicale et vétérinaire . Lavoisier, éditions Tec & Doc, Paris. 314 p.

ROBERTS (M. J.), 1993 (réimpr. 2009). - The Spiders of Great Britain and Ireland . Compact edition, Parts I & II. Apollo Books. 705 p. + 237 pl.

ROBERTS (M. J.), 2009. – Guide des araignées de France et d’Europe . Delachaux et Niestlé, Paris. 383 p.

SEVENET (G.), 1937. – Ixodoidés . Faune de France 32. Fédération Française des Sociétés de Sciences Naturelles, Lechevalier, Paris. 101 p.

YSNEL (F.) & CANARD (A.), 1986. – Réflexion sur les cycles vitaux des Araignées européennes, l’exemple des espèces à toiles géométriques. Mém. Soc. r. belg. Ent., 33 : 213-222.

FERME-ABEILLE-BIODIVERSITE – Rapport d’activité CERCOPE, 2015 - 75 -

Annexe 2 : Glossaire

Acide (solution) : solution dont le pH est <7. Une zone tourbeuse est dite acide lorsque son pH est <5.

Acidobionte : se dit d'un organisme strictement lié aux milieux acides

Aérobie : se dit d’un milieu ou d’un organisme vivant dans un milieu contenant de l’oxygène.

Alaire : relatif aux ailes.

Anaérobie : se dit d’un milieu ou d’un organisme vivant dans un milieu privé d’oxygène.

Aposématique (couleur) : coloration généralement vive d’un organisme avertissant ses prédateurs de sa toxicité.

Atterrissement : comblement progressif d’un milieu aquatique par accumulation de matière végétale et sédimentation minérale.

Autotrophe (organisme) : se dit d'un organisme capable de synthétiser de la matière organique à partir d'éléments minéraux (en utilisant l'énergie lumineuse ou celle provenant de l'oxydation de matière inorganique). C'est le cas des végétaux photosynthétiques et des cyanobactéries. (antonyme : hétérotrophe).

Bassin versant : territoire sur lequel l’ensemble des eaux convergent vers un même cours d’eau ou une même nappe phréatique.

Benthique : se dit d'un organisme vivant au fond de l'eau, par opposition aux espèces nageuses « pélagiques » évoluant entre la surface de l'eau et le fond d'un milieu aquatique.

Biocénose : ensemble des organismes vivant dans un biotope donné.

Biogéographie : étude de la répartition spatiale des organismes et des écosystèmes et des raisons de cette distribution.

Biotope : milieu physico-chimique déterminé dans lequel vivent différents organismes. L’association d’un biotope et d’une biocénose forme un écosystème.

Bivoltine : se dit d'une espèce présentant deux générations par an (d'autres pouvant être trivoltine, quadrivoltine, etc.)

Calcarophile (espèce) : espèce animale ou végétale appréciant les sols calcaires.

Calcicole (espèce) : espèce animale ou végétale appréciant les substrats riches en calcium.

Cellule : espace membraneux séparé par les nervures de l’aile des insectes.

Cercoïdes : appendices situés à l’extrémité de l’abdomen de certains insectes.

Cortège : groupe d’espèces cohabitant dans un même milieu à une période donnée.

Drainage : action d’évacuer un trop-plein d’eau (ou une quantité jugée telle) par un réseau de fossés et de drains. Les terrains sont en général drainés pour pouvoir être cultivés ou urbanisés.

Dulcicole ou dulçaquicole : se dit d'un milieu d'eau douce ou d'un organisme vivant en eau douce.

Eclosion : passage de l’état embryonnaire (œuf) à l’état larvaire.

Epiprocte : partie centrale du 11 ème segment abdominal.

Ecologie : étude des interactions entre les organismes et leur environnement (en conditions naturelles) et entre les organismes eux-mêmes. Cette science interdisciplinaire s'appuie donc aussi bien sur la physique, la chimie, la biologie, la géographie, etc.

Ecosystème : voir biotope .

Euryèce : espèce ubiquiste n’ayant pas d’exigence écologique particulière, au spectre assez large (antonyme : sténoèce).

Eutrophe : riche en éléments organiques assimilables (antonyme : oligotrophe).

Eutrophisation : enrichissement d’un milieu en matières organiques azotées et phosphatées, provenant généralement d’effluents agricoles et souvent préjudiciables à la biodiversité.

Exuvie : ancienne cuticule laissée par une larve d'arthropode après une mue.

Fascie : tache transversale allongée, par opposition aux points plus moins arrondis.

Habitus : allure générale d'un organisme.

Héliophile (plante ou organisme) : plante poussant de manière optimale en plein soleil ou organisme appréciant les milieux chauds et bien ensoleillés.

Hétérotrophe (organisme) : se dit d'un organisme qui dégrade la matière organique végétale ou animale pour se procurer l'énergie

FERME-ABEILLE-BIODIVERSITE – Rapport d’activité CERCOPE, 2015 - 76 -

nécessaire à son développement. C'est le cas des animaux et des champignons.

Hygrophile (espèce) : organisme étant plus ou moins lié aux zones humides ou présentant un fort degré d'humidité.

Imago : insecte adulte parvenu au terme de sa croissance après sa dernière mue (la mue imaginale), ce dernier étant parfois nommé "insecte parfait".

Jonchaie : groupement végétal hygrophile dominé par les joncs ( Juncus spp.).

Lentique (milieu) : milieu aquatique stagnant dans lequel le courant est nul ou très faible (étang, mare, lac, marais, etc.).

Lotique (milieu) : milieu aquatique présentant un certain courant, eaux courantes (rivière, ruisseau, torrent, source, etc.).

Mégaphorbiaie : végétation hygrophile composée de hautes plantes herbacées, souvent présente en périphérie des tourbières et en lisière des boisements marécageux. Cette flore variée et très productive abrite en général une faune riche en invertébrés.

Mésotrophe : intermédiaire entre oligotrophe et eutrophe .

Métapopulations : populations satellites interconnectées et dynamiques, pouvant se renforcer, s’éteindre localement ou encore coloniser de nouveaux sites favorables à l’espèce.

Moliniaie (ou Molinaie ) : groupement végétal dominé par la molinie ( Molinia caerulea ).

Mor : Humus de sol acide se décomposant lentement, avoisinant pH=4, par exemple dans les landes à bruyères ou sous les boisements de résineux.

Ocelle : tache de forme arrondie. pH : « potentiel Hydrogène » traduisant l’activité des ions H+ (protons). Une solution est neutre à pH = 7, acide à pH<7 et basique à pH>7, ce dernier étant compris entre 0 et 14. Le pH est égal à l'opposé du logarythme décimal de la concentration en protons (pH = - log [H+]). Autrement dit, à chaque unité inférieure de pH l'acidité est multipliée par 10 (ou l'alcalinité dans l'autre sens). Une solution ayant un pH de 3 sera ainsi mille fois plus acide qu'une autre à pH = 6.

Paraprocte : parties latérales paires du 11 ème segment abdominal des insectes.

Paratourbeux : par convention, se dit d'un sol ou d'un milieu présentant une épaisseur de tourbe inférieure à 40 cm.

Piézométrique : relatif au niveau supérieur de la nappe phréatique.

Population : ensemble des individus d’une même espèce évoluant dans un même biotope.

Pronotum : partie dorsale du 1 er segment thoracique des insectes.

Ptérostigma : petite cellule étroite, épaissie et généralement colorée, située à l’extrémité de la marge antérieure des ailes des Libellules et des Neuroptères.

Scutellum ou écusson : partie sclérifiée, généralement triangulaire ou arrondie, située à la base de la suture des ailes des insectes.

Sphagnophile : se dit d'une espèce vivant de préférence parmi les sphaignes.

Sténoèce : organisme aux exigences écologiques strictes (antonyme : euryèce).

Sténoterme : se dit d'un organisme ne supportant que de faibles amplitude thermiques (antonyme : eurytherme).

Sternites : segments abdominaux ventraux des insectes.

Tarse : dernier segment des pattes subdivisé en un certain nombre d'articles (les tarsomères) et généralement terminé par une ou plusieurs griffes.

Tergites : segments abdominaux dorsaux des insectes.

Touradon : motte surélevée constituée de nombreuses tiges d’herbacées poussant dans les marais ( Molinia , Carex ) et sur laquelle persistent les feuilles desséchées des années précédentes.

Trachées : chez les insectes, réseau de conduits respiratoires apportant directement l’oxygène aux organes internes. Contrairement aux mammifères, l’air pénètre passivement par des orifices latéraux - nommés stigmates - avant d’être expulsé activement par contraction des muscles abdominaux.

Trophique : relatif à la nourriture. Les réseaux et interactions trophiques d'un écosystème sont beaucoup plus complexes que ne le suggère l'idée de "chaîne" alimentaire, concept si simplifié qu'il en devient faux.

Turbidité : caractère plus ou moins trouble d'un liquide.

Turficole ou tyrphophile : ayant une forte affinité pour les milieux tourbeux.

Ubiquiste (espèce) : espèce peu exigeante vivant dans de nombreux biotopes différents.

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Annexe 3 : Récapitulatif des espèces inventoriées sur les 3 stations

(Station 1 = Levet ; Station 2 = Saint-Caprais ; Station 3 = Le Subdray)

STATIONS ORDRE FAMILLE TAXREF ESPECE DESCRIPTEUR 1 2 3

Blattodea Blattellidae 716347 Ectobius vinzi Maurel, 2012 X X Coleoptera Anthicidae 12133 Anthicus antherinus (Linnaeus, 1761) X X X Coleoptera Anthicidae 12127 Notoxus monoceros (Linnaeus, 1760) X Coleoptera Anthicidae 239004 Omonadus floralis (Linnaeus, 1758) X Coleoptera Anthribidae 234619 Anthribus nebulosus Forster, 1770 X Coleoptera Anthribidae 234610 Platyrhinus resinosus (Scopoli, 1763) X Coleoptera Attelabidae 17481 Rhynchites auratus (Scopoli, 1763) X X Coleoptera Attelabidae 240300 Tatianaerhynchites aequatus (Linnaeus, 1767) X X Coleoptera Brentidae 241976 Ceratapion onopordi (W. Kirby, 1808) X Coleoptera Brentidae 242005 Exapion ulicis (Forster, 1771) X Coleoptera Brentidae 242094 Ischnopterapion loti (W. Kirby, 1808) X Coleoptera Brentidae 242036 Oxystoma cerdo (Gerstaecker, 1854) X Coleoptera Brentidae 242105 Protapion apricans (Herbst, 1797) X X Coleoptera Brentidae 242112 Protapion fulvipes (Geoffroy, 1785) X X X Coleoptera Brentidae 242116 Protapion nigritarse (W. Kirby, 1808) X X X Coleoptera Brentidae 242122 Protapion trifolii (Linnaeus, 1768) X X Coleoptera Brentidae 242090 Protopirapion atratulum (Germar, 1817) X Coleoptera Brentidae 241932 Pseudostenapion simum (Germar, 1817) X Coleoptera Buprestidae 11367 Agrilus angustulus (Illiger, 1803) X Coleoptera Buprestidae 11368 Agrilus laticornis (Illiger, 1803) X Coleoptera Buprestidae 222087 Anthaxia nitidula (Linnaeus, 1758) X Coleoptera Buprestidae 222188 Ptosima undecimmaculata (Herbst, 1784) X Coleoptera Byrrhidae 11226 Byrrhus pilula (Linnaeus, 1758) X Coleoptera Byturidae 222190 Byturus ochraceus (Scriba, 1790) X Coleoptera Cantharidae 11568 Cantharis fusca Linnaeus, 1758 X Coleoptera Cantharidae 11569 Cantharis lateralis Linnaeus, 1758 X X X Coleoptera Cantharidae 11570 Cantharis livida Linnaeus, 1758 X Coleoptera Cantharidae 11578 Cantharis rustica Fallén, 1807 X X X Coleoptera Cantharidae 11698 Malthinus seriepunctatus Kiesenwetter, 1852 X Coleoptera Cantharidae 11585 Rhagonycha fulva (Scopoli, 1763) X X X Coleoptera Cantharidae 11682 Rhagonycha lignosa (O. F. Müller, 1764) X Coleoptera Cantharidae 222251 Rhagonycha lutea (O. F. Müller, 1764) X Coleoptera Cantharidae 222256 Rhagonycha nigriventris Motschulsky, 1860 X X Coleoptera Carabidae 222607 Abax parallelepipedus (Piller & Mitterpacher, 1783) X Coleoptera Carabidae 9192 Amara aenea (De Geer, 1774) X X Coleoptera Carabidae 222661 Amara aulica (Panzer, 1797) X X Coleoptera Carabidae 9203 Amara eurynota (Panzer, 1797) X Coleoptera Carabidae 9217 Amara ovata (Fabricius, 1792) X X X Coleoptera Carabidae 9231 Amara similata (Gyllenhal, 1810) X X X Coleoptera Carabidae 222383 Anchomenus dorsalis (Pontoppidan, 1763) X X X Coleoptera Carabidae 222940 Asaphidion curtum (Heyden, 1870) X Coleoptera Carabidae 222508 Badister bullatus (Schrank, 1798) X Coleoptera Carabidae 9277 Brachinus crepitans (Linnaeus, 1758) X X Coleoptera Carabidae 223048 Brachinus elegans Chaudoir, 1842 X Coleoptera Carabidae 9278 Brachinus explodens Duftschmid, 1812 X Coleoptera Carabidae 222356 Calathus cinctus Motschulsky, 1850 X Coleoptera Carabidae 8782 Calathus fuscipes (Goeze, 1777) X X Coleoptera Carabidae 222324 Calodromius spilotus (Illiger, 1798) X

FERME-ABEILLE-BIODIVERSITE – Rapport d’activité CERCOPE, 2015 Coleoptera Carabidae 8402 Carabus monilis Fabricius, 1792 X Coleoptera Carabidae 8439 Carabus violaceus Linnaeus, 1758 X X X Coleoptera Carabidae 9435 Demetrias atricapillus (Linnaeus, 1758) X X Coleoptera Carabidae 9287 Diachromus germanus (Linnaeus, 1758) X Coleoptera Carabidae 222449 Harpalus affinis (Schrank, 1781) X X Coleoptera Carabidae 9304 Harpalus dimidiatus (P. Rossi, 1790) X X X Coleoptera Carabidae 9306 Harpalus distinguendus (Duftschmid, 1812) X Coleoptera Carabidae 9327 Harpalus rubripes (Duftschmid, 1812) Coleoptera Carabidae 222343 Lebia cruxminor (Linnaeus, 1758) X Coleoptera Carabidae 8503 Leistus spinibarbis (Fabricius, 1775) X X Coleoptera Carabidae 222932 Metallina properans (Stephens, 1828) X Coleoptera Carabidae 8506 Nebria brevicollis (Fabricius, 1792) X X Coleoptera Carabidae 8520 Nebria salina Fairmaire & L., 1854 X X X Coleoptera Carabidae 8526 Notiophilus biguttatus (Fabricius, 1779) X X Coleoptera Carabidae 222473 Ophonus ardosiacus (Lutshnik, 1922) X Coleoptera Carabidae 222478 Ophonus azureus (Fabricius, 1775) X X Coleoptera Carabidae 222489 Ophonus puncticeps Stephens, 1828 X Coleoptera Carabidae 222441 Parophonus maculicornis (Duftschmid, 1812) X Coleoptera Carabidae 222539 Poecilus cupreus (Linnaeus, 1758) X X X Coleoptera Carabidae 222466 Pseudoophonus rufipes (De Geer, 1774) X X X Coleoptera Carabidae 222579 Pterostichus madidus (Fabricius, 1775) X Coleoptera Carabidae 9338 Stenolophus teutonus (Schrank, 1781) X Coleoptera Carabidae 222314 Syntomus impressus (Dejean, 1825) X X Coleoptera Carabidae 222315 Syntomus obscuroguttatus (Duftschmid, 1812) X X Coleoptera Carabidae 8729 Trechus quadristriatus (Schrank, 1781) X X X Coleoptera Carabidae 222616 Zabrus tenebrioides (Goeze, 1777) X Coleoptera Cerambycidae 12236 Alosterna tabacicolor (De Geer, 1775) X Coleoptera Cerambycidae 11761 Calamobius filum (Rossi, 1790) X X Coleoptera Cerambycidae 223099 Chlorophorus glabromaculatus (Goeze, 1777) X Coleoptera Cerambycidae 12222 Dinoptera collaris (Linnaeus, 1758) X Coleoptera Cerambycidae 12232 Grammoptera ruficornis (Fabricius, 1781) X X Coleoptera Cerambycidae 223076 Leiopus femoratus Fairmaire, 1859 X Coleoptera Cerambycidae 12242 Leptura aurulenta Fabricius, 1792 X Coleoptera Cerambycidae 12360 Phymatodes testaceus (Linnaeus, 1758) X Coleoptera Cerambycidae 223156 Pseudovadonia livida (Fabricius, 1776) X Coleoptera Cerambycidae 12208 Rhagium sycophanta (Schrank, 1781) X Coleoptera Cerambycidae 223152 Rutpela maculata (Poda, 1761) X Coleoptera Chrysomelidae 241802 Altica oleracea (Linnaeus, 1758) X X X Coleoptera Chrysomelidae 12799 Aphthona lutescens (Gyllenhal, 1808) X Coleoptera Chrysomelidae 241759 Batophila aerata (Marsham, 1802) X Coleoptera Chrysomelidae 12876 Bruchidius bimaculatus (Olivier, 1795) X Coleoptera Chrysomelidae 12895 Bruchidius varius (Olivier, 1795) X X Coleoptera Chrysomelidae 241892 Bruchus luteicornis Illiger, 1794 X Coleoptera Chrysomelidae 241893 Bruchus pisorum (Linnaeus, 1758) X Coleoptera Chrysomelidae 241894 Bruchus rufimanus Bohemann, 1833 X X Coleoptera Chrysomelidae 241895 Bruchus signaticornis Gyllenhal, 1833 X Coleoptera Chrysomelidae 12772 Chaetocnema concinna (Marsham, 1802) X X X Coleoptera Chrysomelidae 241754 Chaetocnema hortensis (Geoffroy, 1785) X Coleoptera Chrysomelidae 241453 Chrysolina bankii (Fabricius, 1775) X Coleoptera Chrysomelidae 241278 Clytra laeviuscula Ratzeburg, 1837 X X Coleoptera Chrysomelidae 12581 Cryptocephalus aureolus Suffrian, 1847 X X Coleoptera Chrysomelidae 12604 Cryptocephalus bipunctatus (Linnaeus, 1758) X X Coleoptera Chrysomelidae 241333 Cryptocephalus flavipes Fabricius, 1781 Coleoptera Chrysomelidae 241336 Cryptocephalus hypochaeridis (Linnaeus, 1758) X

FERME-ABEILLE-BIODIVERSITE – Rapport d’activité CERCOPE, 2015 Coleoptera Chrysomelidae 12606 Cryptocephalus moraei (Linnaeus, 1758) X X Coleoptera Chrysomelidae 241352 Cryptocephalus rugicollis G. A. Olivier, 1791 X Coleoptera Chrysomelidae 241733 Epitrix pubescens (Koch, 1803) X X X Coleoptera Chrysomelidae 241809 Hypocassida subferruginea (Schrank, 1776) X X Coleoptera Chrysomelidae 8290 Leptinotarsa decemlineata (Say, 1824) X Coleoptera Chrysomelidae 241675 Longitarsus dorsalis (Fabricius, 1781) X X Coleoptera Chrysomelidae 241680 Longitarsus flavicornis (Stephens, 1831) X X Coleoptera Chrysomelidae 241689 Longitarsus jacobaeae (Waterhouse, 1858) X X Coleoptera Chrysomelidae 241696 Longitarsus luridus (Scopoli, 1763) X Coleoptera Chrysomelidae 241697 Longitarsus melanocephalus (De Geer, 1775) X X Coleoptera Chrysomelidae 241861 Oulema duftschmidi (Redtenbacher, 1874) X X X Coleoptera Chrysomelidae 241863 Oulema gallaeciana (Heyden, 1879) X X X Coleoptera Chrysomelidae 241865 Oulema melanopus (Linnaeus, 1758) X X X Coleoptera Chrysomelidae 241389 Pachybrachis tessellatus (G. A. Olivier, 1791) X Coleoptera Chrysomelidae 241600 Phyllotreta atra (Fabricius, 1775) X X X Coleoptera Chrysomelidae 12790 Phyllotreta consobrina (Curtis, 1837) X X Coleoptera Chrysomelidae 241605 Phyllotreta cruciferae (Goeze, 1777) X X X Coleoptera Chrysomelidae 12791 Phyllotreta diademata Foudras, 1860 X Coleoptera Chrysomelidae 241615 Phyllotreta nigripes (Fabricius, 1775) X Coleoptera Chrysomelidae 241616 Phyllotreta ochripes (Curtis, 1837) X Coleoptera Chrysomelidae 241623 Phyllotreta undulata Kutschera, 1860 X X X Coleoptera Chrysomelidae 241594 Podagrica fuscicornis (Linnaeus, 1766) X Coleoptera Chrysomelidae 241565 Psylliodes chrysocephalus (Linnaeus, 1758) X X X Coleoptera Chrysomelidae 241569 Psylliodes cupreus (Koch, 1803) X Coleoptera Chrysomelidae 12719 Sermylassa halensis (Linnaeus, 1767) X X Coleoptera Chrysomelidae 241270 Smaragdina affinis (Illiger, 1794) X Coleoptera Chrysomelidae 241559 Sphaeroderma rubidum (Graëlls, 1858) X X Coleoptera Chrysomelidae 12832 Sphaeroderma testaceum (Fabricius, 1775) X Coleoptera Cleridae 234678 Opilo mollis (Linnaeus, 1758) X Coleoptera Cleridae 11870 Trichodes alvearius (Fabricius, 1792) X Coleoptera Coccinellidae 11157 Adalia decempunctata (Linnaeus, 1758) X Coleoptera Coccinellidae 239056 Brumus quadripustulatus (Linnaeus, 1758) X Coleoptera Coccinellidae 11165 Coccinella septempunctata Linnaeus, 1758 X X X Coleoptera Coccinellidae 11197 Halyzia sedecimguttata (Linnaeus, 1758) X X Coleoptera Coccinellidae 459325 Harmonia axyridis (Pallas, 1773) X X X Coleoptera Coccinellidae 11173 Harmonia quadripunctata (Pontoppidan, 1763) X Coleoptera Coccinellidae 11145 Hippodamia variegata (Goeze, 1777) X Coleoptera Coccinellidae 239106 Hyperaspis pseudopustulata Mulsant, 1853 X Coleoptera Coccinellidae 239054 Platynaspis luteorubra (Goeze, 1777) X X Coleoptera Coccinellidae 239111 Propylea quatuordecimpunctata (Linnaeus, 1758) X X Coleoptera Coccinellidae 239133 Psyllobora vigintiduopunctata (Linnaeus, 1758) X X X Coleoptera Coccinellidae 11141 Rhyzobius chrysomeloides (Herbst, 1792) X Coleoptera Coccinellidae 239138 Rhyzobius lophanthae (Blaisdell, 1892) X Coleoptera Coccinellidae 11113 Scymnus frontalis (Fabricius, 1787) X X Coleoptera Coccinellidae 239075 Scymnus pallipediformis Günther, 1958 X X Coleoptera Coccinellidae 11118 Scymnus rubromaculatus (Goeze, 1778) X X X Coleoptera Coccinellidae 239134 Tytthaspis sedecimpunctata (Linnaeus, 1758) X X Coleoptera Coccinellidae 11202 Vibidia duodecimguttata (Poda, 1761) X X X Coleoptera Cryptophagidae 189617 Atomaria sp. Stephens, 1829 X X Coleoptera Cryptophagidae 234710 Ephistemus globulus (Paykull, 1798) X Coleoptera Curculionidae 15718 Anthonomus rubi (Herbst, 1795) X X Coleoptera Curculionidae 242522 Aulacobaris coerulescens (Scopoli, 1763) X X Coleoptera Curculionidae 15380 Ceutorhynchus napi Gyllenhal, 1837 X Coleoptera Curculionidae 242752 Ceutorhynchus obstrictus (Marsham, 1802) X X X

FERME-ABEILLE-BIODIVERSITE – Rapport d’activité CERCOPE, 2015 Coleoptera Curculionidae 15470 Ceutorhynchus pallidactylus (Marsham, 1802) X X X Coleoptera Curculionidae 15479 Ceutorhynchus picitarsis Gyllenhal, 1837 X X Coleoptera Curculionidae 15679 Curculio glandium Marsham, 1802 X X Coleoptera Curculionidae 242187 Donus zoilus (Scopoli, 1763) X Coleoptera Curculionidae 13822 Foucartia cremieri Jacquelin du Val, 1854 X Coleoptera Curculionidae 242726 Glocianus punctiger (C. R. Sahlberg, 1835) X Coleoptera Curculionidae 242291 Hylesinus toranio (Danthoine, 1788) X Coleoptera Curculionidae 242178 Hypera plantaginis (De Geer, 1775) X Coleoptera Curculionidae 14260 Hypera postica (Gyllenhal, 1813) X Coleoptera Curculionidae 14124 Larinus planus (Fabricius, 1792) X Coleoptera Curculionidae 14117 Larinus turbinatus Gyllenhal, 1835 X Coleoptera Curculionidae 15947 Lignyodes enucleator (Panzer, 1798) X Coleoptera Curculionidae 14324 Limobius borealis (Paykull, 1792) X X X Coleoptera Curculionidae 328026 Liophloeus tessulatus (Müller, 1776) X Coleoptera Curculionidae 14034 Lixus ochraceus Boheman, 1843 X X Coleoptera Curculionidae 14497 Magdalis armigera (Geoffroy, 1785) X X Coleoptera Curculionidae 242415 Mecinus labilis (Herbst, 1795) X Coleoptera Curculionidae 16078 Mecinus pyraster (Herbst, 1795) X X Coleoptera Curculionidae 242509 Melanobaris laticollis (Marsham, 1802) Coleoptera Curculionidae 242701 Mogulones geographicus (Goeze, 1777) X Coleoptera Curculionidae 14815 Mononychus punctumalbum (Herbst, 1784) X Coleoptera Curculionidae 242461 Orchestes alni (Linnaeus, 1758) Coleoptera Curculionidae 242467 Orchestes pilosus (Fabricius, 1781) X X Coleoptera Curculionidae 242468 Orchestes quercus (Linnaeus, 1758) X X Coleoptera Curculionidae 242571 Otiorhynchus veterator Uyttenboogaart, 1932 X Coleoptera Curculionidae 242202 Phloeophagus lignarius (Marsham, 1802) X Coleoptera Curculionidae 13505 Phyllobius betulinus (B. & S., 1805) X X Coleoptera Curculionidae 13228 Phyllobius oblongus (Linnaeus, 1758) X Coleoptera Curculionidae 13495 Phyllobius pyri (Linnaeus, 1758) X Coleoptera Curculionidae 13724 Polydrusus cervinus (Linnaeus, 1758) X Coleoptera Curculionidae 242651 Polydrusus formosus (Mayer, 1779) X X Coleoptera Curculionidae 13692 Polydrusus impressifrons Gyllenhal, 1834 X X X Coleoptera Curculionidae 13713 Polydrusus prasinus Olivier, 1790 X X Coleoptera Curculionidae 14145 Rhinocyllus conicus (Froelich, 1792) X X Coleoptera Curculionidae 13301 Sitona hispidulus (Fabricius, 1776) X Coleoptera Curculionidae 327584 Sitona lepidus Gyllenhal, 1834 Coleoptera Curculionidae 13243 Sitona lineatus (Linnaeus, 1758) X X X Coleoptera Curculionidae 242631 Sitona macularius (Marsham, 1802) X X X Coleoptera Curculionidae 242633 Sitona striatellus Gyllenhal, 1834 X Coleoptera Curculionidae 13252 Sitona suturalis Stephens, 1831 X X Coleoptera Curculionidae 13330 Tanymecus palliatus (Fabricius, 1787) X Coleoptera Curculionidae 242387 Tychius picirostris (Fabricius, 1787) X Coleoptera Curculionidae 14973 Zacladus exiguus (Olivier, 1807) X X Coleoptera Dermestidae 11212 Dermestes mustelinus Erichson, 1846 X Coleoptera Drilidae 11554 Drilus flavescens Olivier, 1790 X Coleoptera Elateridae 11453 Adrastus rachifer (Geoffroy in Fourcroy, 1785) X X X Coleoptera Elateridae 240336 Agriotes gallicus L. in B. & L., 1835 X X X Coleoptera Elateridae 240340 Agriotes sputator (Linnaeus, 1758) X Coleoptera Elateridae 240357 Ampedus pomorum (Herbst, 1784) X Coleoptera Elateridae 240359 Ampedus quercicola (Buysson, 1887) X Coleoptera Elateridae 240390 Athous bicolor (Goeze, 1777) X X Coleoptera Elateridae 240392 Athous campyloides Newman, 1833 X X Coleoptera Elateridae 11468 Athous haemorrhoidalis (Fabricius, 1801) X X Coleoptera Elateridae 11469 Athous subfuscus (O.F. Müller, 1764) X

FERME-ABEILLE-BIODIVERSITE – Rapport d’activité CERCOPE, 2015 Coleoptera Elateridae 11467 Athous vittatus (Gmelin, 1790) X Coleoptera Elateridae 11458 Cidnopus pilosus (Leske, 1785) X X X Coleoptera Elateridae 240471 Nothodes parvulus (Panzer, 1799) X Coleoptera Erotylidae 234844 Triplax russica (Linnaeus, 1758) X Coleoptera Eucnemidae 234862 Hylis olexai (Palm, 1955) X Coleoptera Eucnemidae 234850 Nematodes filum (Fabricius, 1801) X Coleoptera Histeridae 223633 Margarinotus purpurascens (Herbst, 1792) X X Coleoptera Histeridae 10475 Saprinus semistriatus (Scriba, 1790) X Coleoptera Hydrophilidae 8952 Anacaena lutescens (Stephens, 1829) X Coleoptera Hydrophilidae 234937 Cercyon impressus (Sturm, 1807) X Coleoptera Hydrophilidae 234941 Cercyon pygmaeus (Illiger, 1801) X Coleoptera Hydrophilidae 11042 Helophorus obscurus Mulsant, 1844 X Coleoptera Hydrophilidae 8949 Hydrobius fuscipes (Linnaeus, 1758) Coleoptera Hydrophilidae 234925 Sphaeridium bipustulatum Fabricius, 1781 X Coleoptera Hydrophilidae 234926 Sphaeridium lunatum Fabricius, 1792 X X Coleoptera Kateretidae 223660 Brachypterus urticae (Fabricius, 1792) X Coleoptera Lampyridae 11545 Lampyris noctiluca (Linnaeus, 1767) X Coleoptera Latridiidae 235028 Cortinicara gibbosa (Herbst, 1793) X X X Coleoptera Latridiidae 11647 Enicmus transversus (Olivier, 1790) X Coleoptera Latridiidae 235016 Melanophthalma distinguenda (Comolli, 1837) X X Coleoptera Leiodidae 223751 Agathidium marginatum Sturm, 1807 X Coleoptera Leiodidae 223902 Choleva angustata (Fabricius, 1781) X X Coleoptera Leiodidae 223732 Leiodes politus (Marsham, 1802) X Coleoptera Leiodidae 223947 Ptomaphagus sericatus (Chaudoir, 1845) X X Coleoptera Leiodidae 223948 Ptomaphagus subvillosus (Goeze, 1777) X Coleoptera Lucanidae 8282 Platycerus caraboides (Linnaeus, 1758) X Coleoptera Melyridae 11726 Axinotarsus marginalis (Laporte de C., 1840) X X Coleoptera Melyridae 11727 Axinotarsus pulicarius (Fabricius, 1775) X Coleoptera Melyridae 235128 Clanoptilus elegans (Olivier, 1790) X Coleoptera Melyridae 253466 Dasytes aeratus Stephens, 1829 X X Coleoptera Melyridae 11834 Dasytes caeruleus (De Geer, 1774) X Coleoptera Melyridae 11837 Dasytes plumbeus (Müller, 1776) X Coleoptera Melyridae 11741 Dolichosoma lineare (Rossi, 1792) X Coleoptera Melyridae 11732 Malachius bipustulatus (Linnaeus, 1758) X X X Coleoptera Melyridae 223254 Psilothrix viridicoerulea (Geoffroy, 1785) X X X Coleoptera Mordellidae 194902 Mordella sp. Linnaeus, 1758 X X X Coleoptera Mordellidae 235249 Mordellistena neuwaldeggiana (Panzer, 1796) X X Coleoptera Mordellidae 307036 Mordellistena variegata (Fabricius, 1798) X X X Coleoptera Nitidulidae 9014 Meligethes aeneus (Fabricius, 1775) X X X Coleoptera Oedemeridae 224052 Ischnomera caerulea (Linnaeus, 1758) X Coleoptera Oedemeridae 12174 Oedemera lurida (Marsham, 1802) X X X Coleoptera Oedemeridae 12176 Oedemera nobilis (Scopoli, 1763) X X X Coleoptera Omalisidae 235107 Omalisus fontisbellaquaei Geoffroy, 1785 X Coleoptera Phalacridae 11622 Olibrus affinis (Sturm, 1807) X X Coleoptera Phalacridae 11628 Olibrus flavicornis (Sturm, 1807) X X Coleoptera Phalacridae 224082 Stilbus testaceus (Panzer, 1797) X X X Coleoptera Ptinidae 11916 Anobium punctatum (De Geer, 1774) X X Coleoptera Ptinidae 222032 Gastrallus laevigatus (Olivier, 1790) Coleoptera Ptinidae 11922 Ptilinus pectinicornis (Linnaeus, 1758) X Coleoptera Ptinidae 222037 Ptinomorphus imperialis (Linnaeus, 1767) X Coleoptera Ptinidae 221960 Ptinus fur (Linnaeus, 1758) X Coleoptera Ptinidae 221944 Ptinus rufipes Olivier, 1790 X Coleoptera Pyrochroidae 12104 Pyrochroa coccinea (Linnaeus, 1761) X Coleoptera Pyrochroidae 12106 Pyrochroa serraticornis (Scopoli, 1763) X

FERME-ABEILLE-BIODIVERSITE – Rapport d’activité CERCOPE, 2015 Coleoptera Scarabaeidae 200344 Agrilinus ater (De Geer, 1774) X Coleoptera Scarabaeidae 10992 Cetonia aurata (Linnaeus, 1761) X Coleoptera Scarabaeidae 200426 Colobopterus erraticus (Linnaeus, 1758) X Coleoptera Scarabaeidae 10854 Onthophagus joannae Goljan, 1953 X X X Coleoptera Scarabaeidae 10853 Onthophagus ovatus (Linnaeus, 1767) X X Coleoptera Scarabaeidae 11030 Oxythyrea funesta (Poda, 1761) X Coleoptera Scarabaeidae 10977 Valgus hemipterus (Linnaeus, 1758) X Coleoptera Scirtidae 224128 Cyphon coarctatus Paykull, 1799 X Coleoptera Scraptiidae 12093 Anaspis frontalis (Linnaeus, 1758) X Coleoptera Scraptiidae 235379 Anaspis melanopa (Forster, 1771) X X X Coleoptera Silphidae 10362 Ablattaria laevigata (Fabricius, 1775) X Coleoptera Silphidae 234581 Nicrophorus interruptus Stephens, 1830 X X Coleoptera Silphidae 234586 Nicrophorus vespilloides Herbst, 1783 X Coleoptera Silphidae 10370 Silpha carinata Herbst, 1783 X Coleoptera Silphidae 234588 Thanatophilus sinuatus (Fabricius, 1775) X Coleoptera Silvanidae 9049 Uleiota planata (Linnaeus, 1761) X Coleoptera Staphylinidae 642661 Aleochara bipustulata (Linnaeus, 1760) X Coleoptera Staphylinidae 243596 Anotylus rugosus (Fabricius, 1775) X Coleoptera Staphylinidae 243598 Anotylus sculpturatus (Gravenhorst, 1806) X Coleoptera Staphylinidae 189606 Atheta sp. Thomson, 1858 X X Coleoptera Staphylinidae 331889 Brachygluta fossulata (Reichenbach, 1816) X Coleoptera Staphylinidae 243565 Coprophilus striatulus (Fabricius, 1793) X X Coleoptera Staphylinidae 643196 Drusilla canaliculata (Fabricius, 1787) X Coleoptera Staphylinidae 194056 Lesteva sp. Latreille, 1797 X X Coleoptera Staphylinidae 9873 Ocypus olens (O. F. Müller, 1764) X X Coleoptera Staphylinidae 9952 Othius laeviusculus Stephens, 1833 X Coleoptera Staphylinidae 243582 Oxytelus laqueatus (Marsham, 1802) X Coleoptera Staphylinidae 243335 Paederus littoralis Gravenhorst, 1802 X Coleoptera Staphylinidae 9917 Philonthus carbonarius (Gravenhorst, 1802) X X Coleoptera Staphylinidae 242974 Philonthus cognatus Stephens, 1832 X Coleoptera Staphylinidae 242975 Philonthus concinnus (Gravenhorst, 1802) X X Coleoptera Staphylinidae 242979 Philonthus corruscus (Gravenhorst, 1802) X Coleoptera Staphylinidae 9923 Philonthus decorus (Gravenhorst, 1802) X Coleoptera Staphylinidae 9946 Philonthus sanguinolentus (Gravenhorst, 1802) X Coleoptera Staphylinidae 9949 Philonthus varians (Paykull, 1789) X Coleoptera Staphylinidae 643141 Plataraea brunnea (Fabricius, 1798) X Coleoptera Staphylinidae 243167 Platydracus stercorarius (Olivier, 1795) X Coleoptera Staphylinidae 243573 Platystethus nitens (C. Sahlberg, 1832) X Coleoptera Staphylinidae 244525 Proteinus brachypterus (Fabricius, 1792) X Coleoptera Staphylinidae 243124 Quedius semiobscurus (Marsham, 1802) X Coleoptera Staphylinidae 243368 Rugilus similis (Erichson, 1839) X Coleoptera Staphylinidae 197974 Stenus sp. Latreille, 1797 Coleoptera Staphylinidae 9757 Tachyporus atriceps Stephens, 1832 X Coleoptera Staphylinidae 9760 Tachyporus hypnorum (Fabricius, 1775) X X X Coleoptera Staphylinidae 9963 Xantholinus linearis (Olivier, 1795) X X Coleoptera Staphylinidae 243199 Xantholinus longiventris Heer, 1839 X Coleoptera Tenebrionidae 12187 Lagria hirta (Linnaeus, 1758) X Coleoptera Tenebrionidae 12052 Mycetochara linearis (Illiger, 1794) X X Coleoptera Tenebrionidae 12056 Omophlus lepturoides (Fabricius, 1787) X Coleoptera Throscidae 235407 Aulonothroscus brevicollis (Bonvouloir, 1859) X X Coleoptera Throscidae 235412 Trixagus dermestoides (Linnaeus, 1766) X X Coleoptera Trogidae 10517 Trox perlatus Goeze, 1777 X X Coleoptera Trogidae 10521 Trox scaber (Linnaeus, 1767) X X Dermaptera Forficulidae 65991 Forficula auricularia Linnaeus, 1758 X X X

FERME-ABEILLE-BIODIVERSITE – Rapport d’activité CERCOPE, 2015 Diptera Bibionidae 21345 Bibio johannis (Linnaeus, 1767) X Diptera Bibionidae 21349 Bibio marci (Linnaeus, 1758) X X Diptera Calliphoridae 194300 Lucilia sp. Robineau-Desvoidy, 1830 X X X Diptera Chloropidae 25872 Camarota curvipennis (Latreille, 1805) X Diptera Conopidae 23992 Sicus ferrugineus (Linnaeus, 1761) X X Diptera Platystomatidae 24852 Platystoma seminationis (Fabricius, 1775) X X Diptera Rhagionidae 22257 Rhagio scolopaceus (Linnaeus, 1758) X Diptera Sciomyzidae 25009 Trypetoptera punctulata (Scopoli, 1763) X X X Diptera Stratiomyidae 22170 Chloromyia formosa (Scopoli, 1763) X X X Diptera Syrphidae 217374 Callicera fagesii Guérin-Méneville, 1844 X Diptera Syrphidae 217402 Cheilosia latifrons (Zetterstedt, 1843) X Diptera Syrphidae 24447 Cheilosia pagana (Meigen, 1822) X Diptera Syrphidae 23196 Episyrphus balteatus (De Geer, 1776) X X X Diptera Syrphidae 217456 Eristalis similis (Fallén, 1817) X Diptera Syrphidae 23915 Eristalis tenax (Linnaeus, 1758) X Diptera Syrphidae 192405 Eumerus sp. Meigen, 1822 X X Diptera Syrphidae 217483 Eupeodes corollae (Fabricius, 1794) X X X Diptera Syrphidae 18870 Eupeodes latifasciatus (Macquart, 1829) X Diptera Syrphidae 217488 Eupeodes luniger (Meigen, 1822) X Diptera Syrphidae 23919 Helophilus pendulus (Linnaeus, 1758) X Diptera Syrphidae 23214 Melanostoma mellinum (Linnaeus, 1758) X X Diptera Syrphidae 23216 Melanostoma scalare (Fabricius, 1794) X Diptera Syrphidae 217562 Paragus pecchiolii Rondani, 1857 X Diptera Syrphidae 24394 Pipizella divicoi (Goeldlin, 1974) X Diptera Syrphidae 217579 Pipizella viduata (Linnaeus, 1758) X X Diptera Syrphidae 24321 Sphaerophoria scripta (Linnaeus, 1758) X X X Diptera Syrphidae 23163 Syrphus ribesii (Linnaeus, 1758) X Diptera Syrphidae 258370 Xanthogramma dives (Rondani, 1857) X Diptera Syrphidae 24331 Xanthogramma pedissequum (Harris, 1776) X X Diptera Syrphidae 23666 Xylota segnis (Linnaeus, 1758) X Diptera Tachinidae 191424 Cylindromyia sp. Meigen, 1803 X Diptera Tachinidae 192985 Gymnosoma sp. Meigen, 1803 X Diptera Tachinidae 226900 Tachina fera (Linnaeus, 1761) 1 X Diptera Tachinidae 226904 Tachina magnicornis (Zetterstedt, 1844) X Diptera Tephritidae 24688 Chaetorellia jaceae (Robineau-Desvoidy, 1830) X Diptera Tephritidae 217012 Tephritis neesii (Meigen, 1830) X Diptera Tephritidae 24116 Urophora jaceana (Hering, 1935) X Diptera Tipulidae 19020 Nephrotoma appendiculata (Pierre, 1919) X X Hemiptera Acanthosomatidae 51647 Acanthosoma haemorrhoidale (Linnaeus, 1758) X Hemiptera Acanthosomatidae 238385 Elasmostethus interstinctus (Linnaeus, 1758) X Hemiptera Alydidae 238316 Alydus calcaratus (Linnaeus, 1758) X Hemiptera Alydidae 238318 Camptopus lateralis (Germar, 1817) X X X Hemiptera Anthocoridae 237965 Anthocoris nemoralis (Fabricius, 1794) X Hemiptera Anthocoridae 237938 Cardiastethus fasciiventris (Garbiglietti, 1869) X Hemiptera Anthocoridae 237980 Orius niger (Wolff, 1811) X X X Hemiptera Anthocoridae 237954 Temnostethus gracilis Horváth, 1907 X Hemiptera Anthocoridae 237955 Temnostethus pusillus (Herrich-Schaeffer, 1835) X Hemiptera Aphrophoridae 51929 Aphrophora alni (Fallén, 1805) X X X Hemiptera Aphrophoridae 241076 Aphrophora salicina (Goeze, 1778) X Hemiptera Aphrophoridae 241077 Lepyronia coleoptrata (Linnaeus, 1758) X X Hemiptera Aphrophoridae 51936 Neophilaenus lineatus (Linnaeus, 1758) X X Hemiptera Aphrophoridae 241085 Philaenus spumarius (Linnaeus, 1758) X X X Hemiptera Berytidae 238281 Berytinus crassipes (Herrich-Schaeffer, 1835) X Hemiptera Berytidae 238277 Berytinus hirticornis (Brullé, 1836) X

FERME-ABEILLE-BIODIVERSITE – Rapport d’activité CERCOPE, 2015 Hemiptera Cercopidae 241087 Cercopis intermedia Kirschbaum, 1868 X Hemiptera Cercopidae 51923 Cercopis vulnerata Rossi, 1807 X X Hemiptera Cicadellidae 206872 Alebra sp. Fieber, 1872 X Hemiptera Cicadellidae 235670 Allygus modestus Scott, 1876 X Hemiptera Cicadellidae 206757 Anaceratagallia sp. Zachvatkin, 1946 X Hemiptera Cicadellidae 235948 Anoscopus albifrons (Linnaeus, 1758) X Hemiptera Cicadellidae 51958 Aphrodes bicinctus (Schrank, 1776) X Hemiptera Cicadellidae 235947 Aphrodes makarovi Zachvatkin, 1948 X X X Hemiptera Cicadellidae 235551 Balclutha punctata (Fabricius, 1775) X Hemiptera Cicadellidae 235899 Eupteryx notata Curtis, 1837 X Hemiptera Cicadellidae 235638 Euscelidius variegatus (Kirschbaum, 1858) X Hemiptera Cicadellidae 51978 Euscelis incisus (Kirschbaum, 1858) X Hemiptera Cicadellidae 235959 Iassus lanio (Linnaeus, 1761) X Hemiptera Cicadellidae 235721 Jassargus obtusivalvis (Kirschbaum, 1868) X Hemiptera Cicadellidae 206753 Jassargus sp. Zachvatkin, 1933 X Hemiptera Cicadellidae 51331 Ledra aurita (Linnaeus, 1758) X Hemiptera Cicadellidae 235754 Megophthalmus scanicus (Fallén, 1806) X X X Hemiptera Cicadellidae 235519 Neoaliturus fenestratus (Herrich-Schäffer, 1834) X X Hemiptera Cicadellidae 236007 Oncopsis carpini (Sahlberg, 1871) X Hemiptera Cicadellidae 236008 Oncopsis flavicollis (Linnaeus, 1761) X Hemiptera Cicadellidae 206698 Zygina sp. Fieber, 1866 X Hemiptera Cixiidae 227869 Cixius distinguendus Kirschbaum, 1868 X Hemiptera Cixiidae 227854 Cixius nervosus (Linnaeus, 1758) X Hemiptera Cixiidae 227867 Cixius simplex (Herrich-Schäffer, 1835) X Hemiptera Cixiidae 227848 Tachycixius pilosus (Olivier, 1791) X X Hemiptera Coreidae 238348 Arenocoris waltlii (Herrich-Schaeffer, 1834) X X Hemiptera Coreidae 238342 Ceraleptus gracilicornis (Herrich-Schaeffer, 1835) X Hemiptera Coreidae 51658 Coreus marginatus (Linnaeus, 1758) X X Hemiptera Coreidae 238338 Coriomeris affinis (Herrich-Schaeffer, 1839) X X Hemiptera Coreidae 238326 Enoplops scapha (Fabricius, 1794) X Hemiptera Coreidae 238329 Gonocerus acuteangulatus (Goeze, 1778) X Hemiptera Coreidae 238320 Syromastus rhombeus (Linnaeus, 1767) X X Hemiptera Corixidae 51519 Hesperocorixa sahlbergi (Fieber, 1848) X Hemiptera Cydnidae 238367 Cydnus aterrimus (Forster, 1771) X Hemiptera Cydnidae 238355 Ochetostethus nanus (Herrich-Schaeffer, 1834) X Hemiptera Delphacidae 227967 Criomorphus albomarginatus Curtis, 1833 X Hemiptera Delphacidae 227951 Dicranotropis hamata (Boheman, 1847) X X Hemiptera Delphacidae 227927 Javesella dubia (Kirschbaum, 1868) X Hemiptera Delphacidae 227930 Javesella pellucida (Fabricius, 1794) X Hemiptera Delphacidae 227898 Ribautodelphax imitans (Ribaut, 1953) X Hemiptera Issidae 241138 Issus coleoptratus (Fabricius, 1781) X Hemiptera Lygaeidae 51716 Beosus maritimus (Scopoli, 1763) X X X Hemiptera Lygaeidae 238229 Cymus melanocephalus Fieber, 1861 X X Hemiptera Lygaeidae 238101 Drymus ryeii Douglas & Scott, 1865 X Hemiptera Lygaeidae 238118 Emblethis denticollis Horváth, 1878 X Hemiptera Lygaeidae 238173 Graptopeltus lynceus (Fabricius, 1775) X Hemiptera Lygaeidae 51703 Ischnodemus sabuleti (Fallén, 1826) X Hemiptera Lygaeidae 238233 Kleidocerys resedae (Panzer, 1797) X Hemiptera Lygaeidae 238132 Megalonotus emarginatus (Rey, 1888) X Hemiptera Lygaeidae 238136 Megalonotus praetextatus (Herrich-Schaeffer, 1835) X X Hemiptera Lygaeidae 238138 Megalonotus sabulicola (Thomson, 1870) X X Hemiptera Lygaeidae 238196 Metopoplax ditomoides (A. Costa, 1847) X Hemiptera Lygaeidae 238236 Nysius graminicola (Kolenati, 1845) X X Hemiptera Lygaeidae 238237 Nysius helveticus (Herrich-Schaeffer, 1850) X

FERME-ABEILLE-BIODIVERSITE – Rapport d’activité CERCOPE, 2015 Hemiptera Lygaeidae 51729 Peritrechus gracilicornis Puton, 1877 X X Hemiptera Lygaeidae 238169 Peritrechus lundii (Gmelin, 1790) X X Hemiptera Lygaeidae 238110 Pterotmetus staphyliniformis (Schilling, 1829) X Hemiptera Lygaeidae 238162 Rhyparochromus vulgaris (Schilling, 1829) X X Hemiptera Lygaeidae 51555 Taphropeltus contractus (Herrich-Schaeffer, 1835) X X X Hemiptera Lygaeidae 238065 Tropistethus holosericus (Scholtz, 1846) X X X Hemiptera Membracidae 241107 Stictocephala bisonia Kopp & Yonke, 1977 X Hemiptera Miridae 51813 Adelphocoris lineolatus (Goeze, 1778) X X X Hemiptera Miridae 237840 Adelphocoris quadripunctatus (Fabricius, 1794) X X Hemiptera Miridae 51814 Adelphocoris seticornis (Fabricius, 1775) X Hemiptera Miridae 237843 Adelphocoris vandalicus (Rossi, 1790) X Hemiptera Miridae 237621 Amblytylus nasutus (Kirschbaum, 1856) X X X Hemiptera Miridae 237823 Capsodes gothicus (Linnaeus, 1758) X Hemiptera Miridae 237820 Capsus ater (Linnaeus, 1758) X X X Hemiptera Miridae 237818 Charagochilus gyllenhalii (Fallén, 1807) X X Hemiptera Miridae 237814 Closterotomus fulvomaculatus (De Geer, 1773) X Hemiptera Miridae 237815 Closterotomus norwegicus (Gmelin, 1790) X X X Hemiptera Miridae 237589 Criocoris crassicornis (Hahn, 1834) X Hemiptera Miridae 237873 Deraeocoris flavilinea (A. Costa, 1862) X Hemiptera Miridae 51784 Deraeocoris lutescens (Schilling, 1837) X X Hemiptera Miridae 51786 Deraeocoris ruber (Linnaeus, 1758) X X Hemiptera Miridae 237892 Dicyphus globulifer (Fallén, 1829) X Hemiptera Miridae 237715 Globiceps fulvicollis Jakovlev, 1877 X Hemiptera Miridae 237581 Harpocera thoracica (Fallén, 1807) X X Hemiptera Miridae 237711 Heterocordylus tibialis (Hahn, 1833) X Hemiptera Miridae 237706 Heterotoma planicornis (Pallas, 1772) X X Hemiptera Miridae 237800 Horistus orientalis (Gmelin, 1790) X Hemiptera Miridae 237574 Lepidargyrus ancorifer (Fieber, 1858) X X Hemiptera Miridae 237862 Leptopterna dolabrata (Linnaeus, 1758) X X X Hemiptera Miridae 237863 Leptopterna ferrugata (Fallén, 1807) X Hemiptera Miridae 237797 Liocoris tripustulatus (Fabricius, 1781) X Hemiptera Miridae 237795 Lygocoris pabulinus (Linnaeus, 1761) X Hemiptera Miridae 237791 Lygus pratensis (Linnaeus, 1758) X X X Hemiptera Miridae 51822 Lygus rugulipennis Poppius, 1911 X X Hemiptera Miridae 237861 Megaloceroea recticornis (Geoffroy, 1785) X X X Hemiptera Miridae 237784 Miridius quadrivirgatus (A. Costa, 1853) X X Hemiptera Miridae 237860 Notostira erratica (Linnaeus, 1758) X Hemiptera Miridae 237644 Orthocephalus saltator (Hahn, 1835) X Hemiptera Miridae 237778 Orthops kalmii (Linnaeus, 1758) X X X Hemiptera Miridae 51547 Pantilius tunicatus (Fabricius, 1781) X Hemiptera Miridae 237521 Phylus coryli (Linnaeus, 1758) X Hemiptera Miridae 237750 Phytocoris parvulus Reuter, 1880 X Hemiptera Miridae 51830 Pilophorus clavatus (Linnaeus, 1767) X Hemiptera Miridae 237448 Pilophorus perplexus Douglas & Scott, 1875 X Hemiptera Miridae 237739 Pinalitus cervinus (Herrich-Schaeffer, 1841) X Hemiptera Miridae 51847 Plagiognathus arbustorum (Fabricius, 1794) X X X Hemiptera Miridae 237733 Polymerus unifasciatus (Fabricius, 1794) X Hemiptera Miridae 196712 Psallus sp. Fieber, 1858 X Hemiptera Miridae 237727 Rhabdomiris striatellus (Fabricius, 1794) X Hemiptera Miridae 237850 Stenodema calcarata (Fallén, 1807) X X Hemiptera Miridae 237854 Stenodema laevigata (Linnaeus, 1758) X X X Hemiptera Miridae 51794 Stenotus binotatus (Fabricius, 1794) X X Hemiptera Nabidae 237926 Himacerus apterus (Fabricius, 1798) X Hemiptera Nabidae 237925 Himacerus mirmicoides (O. Costa, 1834) X X

FERME-ABEILLE-BIODIVERSITE – Rapport d’activité CERCOPE, 2015 Hemiptera Nabidae 237919 Nabis pseudoferus Remane, 1949 X X Hemiptera Nabidae 237920 Nabis punctatus A. Costa, 1847 X Hemiptera Nabidae 51771 Nabis rugosus (Linnaeus, 1758) X Hemiptera Pentatomidae 51615 Aelia acuminata (Linnaeus, 1758) X X X Hemiptera Pentatomidae 238417 Ancyrosoma leucogrammes (Gmelin, 1790) X Hemiptera Pentatomidae 51627 Carpocoris purpureipennis (De Geer, 1773) X X Hemiptera Pentatomidae 51508 Dolycoris baccarum (Linnaeus, 1758) X X Hemiptera Pentatomidae 238479 Eurydema oleracea (Linnaeus, 1758) X X Hemiptera Pentatomidae 238457 Eysarcoris aeneus (Scopoli, 1763) X X Hemiptera Pentatomidae 238458 Eysarcoris ventralis (Westwood, 1837) X Hemiptera Pentatomidae 51610 Graphosoma italicum (O.F. Müller, 1766) X X Hemiptera Pentatomidae 252365 Holcostethus strictus vernalis (Wolff, 1804) X X Hemiptera Pentatomidae 51619 Palomena prasina (Linnaeus, 1761) X X X Hemiptera Pentatomidae 51637 Pentatoma rufipes (Linnaeus, 1758) X Hemiptera Pentatomidae 238460 Rhaphigaster nebulosa (Poda, 1761) X Hemiptera Pentatomidae 238464 Sciocoris cursitans (Fabricius, 1794) X Hemiptera Piesmatidae 238267 Piesma maculatum (Laporte de C., 1833) X X Hemiptera Psyllidae 650912 Cacopsylla fulguralis (Kuwayama, 1908) X Hemiptera Rhopalidae 238310 Corizus hyoscyami (Linnaeus, 1758) X Hemiptera Rhopalidae 238309 Liorhyssus hyalinus (Fabricius, 1794) X Hemiptera Rhopalidae 238304 Rhopalus parumpunctatus Schilling, 1829 X Hemiptera Rhopalidae 238306 Rhopalus subrufus (Gmelin, 1790) X Hemiptera Rhopalidae 238298 Stictopleurus punctatonervosus (Goeze, 1778) X Hemiptera Scutelleridae 238393 Eurygaster austriaca (Schrank, 1776) X Hemiptera Scutelleridae 51602 Eurygaster maura (Linnaeus, 1758) X Hemiptera Stenocephalidae 238291 Dicranocephalus albipes (Fabricius, 1781) X Hemiptera Tettigometridae 227826 Tettigometra atra Hagenbach, 1825 X Hemiptera Tettigometridae 227833 Tettigometra impressopunctata Dufour, 1846 X Hemiptera Tettigometridae 227834 Tettigometra laeta Herrich-Schäffer, 1835 X Hemiptera Tettigometridae 227839 Tettigometra virescens (Panzer, 1799) X Hemiptera Thyreocoridae 238381 Thyreocoris scarabaeoides (Linnaeus, 1758) X X X Hemiptera Tingidae 237416 Catoplatus carthusianus (Goeze, 1778) X Hemiptera Tingidae 237410 Derephysia foliacea (Fallén, 1807) X Hemiptera Tingidae 237405 Dictyla echii (Schrank, 1782) X Hemiptera Tingidae 237393 Kalama tricornis (Schrank, 1801) X Hemiptera Tingidae 237370 Tingis angustata (Herrich-Schaeffer, 1838) X Hemiptera Tingidae 237372 Tingis cardui (Linnaeus, 1758) X X Hemiptera Ulopidae 241090 Utecha trivia (Germar, 1821) X Hymenoptera Apidae 239326 Andrena cinerea Brullé, 1832 X X Hymenoptera Apidae 239523 Apis mellifera Linnaeus, 1758 X X X Hymenoptera Apidae 53097 Bombus lapidarius (Linnaeus, 1758) X X Hymenoptera Apidae 53098 Bombus lucorum (Linnaeus, 1761) X Hymenoptera Apidae 53104 Bombus terrestris (Linnaeus, 1758) X Hymenoptera Apidae 239621 Colletes sp. Latreille, 1802 X Hymenoptera Apidae 239639 Dasypoda altercator (Harris, 1780) X Hymenoptera Apidae 239656 Epeolus cruciger (Panzer, 1799) X Hymenoptera Apidae 239718 Heriades truncorum (Linnaeus, 1758) X Hymenoptera Apidae 208110 Melitta sp. Kirby, 1802 X X X Hymenoptera Apidae 239980 Nomada fabriciana (Linnaeus, 1767) X Hymenoptera Apidae 53198 Xylocopa violacea (Linnaeus, 1758) X Hymenoptera Argidae 231743 Arge ochropus (Gmelin, 1790) X X Hymenoptera Braconidae 209019 Chelonus sp. Panzer, 1806 X Hymenoptera Chrysididae 190782 Chrysis sp. Linnaeus, 1761 X X Hymenoptera Chrysididae 219151 Cleptes pallipes Lepeletier, 1806 X X X

FERME-ABEILLE-BIODIVERSITE – Rapport d’activité CERCOPE, 2015 Hymenoptera Chrysididae 52753 Trichrysis cyanea (Linnaeus, 1758) X X Hymenoptera Crabronidae 53020 Mellinus arvensis (Linnaeus, 1758) X X Hymenoptera Formicidae 52790 Formica pratensis Retzius, 1783 X Hymenoptera Formicidae 52817 Lasius niger (Linnaeus, 1758) X X Hymenoptera Formicidae 195021 Myrmica sp. Latreille, 1804 X Hymenoptera Halictidae 53146 Halictus scabiosae (Rossi, 1790) X Hymenoptera Tenthredinidae 52457 Athalia rosae (Linnaeus, 1758) X Hymenoptera Tenthredinidae 231865 Tenthredo mesomela Linnaeus, 1758 X Hymenoptera Vespidae 778596 Polistes nimpha (Christ, 1791) X X Hymenoptera Vespidae 52902 Vespula vulgaris (Linnaeus, 1758) X X X Lepidoptera Crambidae 248088 Nomophila noctuella (Denis & Schiff., 1775) Lepidoptera Erebidae 249776 Euclidia glyphica (Linnaeus, 1758) X Lepidoptera Erebidae 784182 Sphrageidus similis (Fuessly, 1775) X X Lepidoptera Geometridae 248534 Aplocera plagiata (Linnaeus, 1758) X Lepidoptera Geometridae 248765 Camptogramma bilineata (Linnaeus, 1758) Lepidoptera Hepialidae 245161 Triodia sylvina (Linnaeus, 1761) Lepidoptera Lycaenidae 521494 Aricia agestis (Denis & Schiff., 1775) X X Lepidoptera Noctuidae 249801 Amphipyra pyramidea (Linnaeus, 1758) X Lepidoptera Noctuidae 249151 Autographa gamma (Linnaeus, 1758) X Lepidoptera Noctuidae 249577 Orthosia miniosa (Denis & Schiff., 1775) X Lepidoptera Nymphalidae 608364 Aglais io (Linnaeus, 1758) X X Lepidoptera Nymphalidae 219799 Aphantopus hyperantus (Linnaeus, 1758) X Lepidoptera Nymphalidae 53623 Coenonympha pamphilus (Linnaeus, 1758) X X Lepidoptera Nymphalidae 53604 Lasiommata megera (Linnaeus, 1767) X Lepidoptera Nymphalidae 53668 Maniola jurtina (Linnaeus, 1758) X X Lepidoptera Nymphalidae 53700 Melanargia galathea (Linnaeus, 1758) X Lepidoptera Nymphalidae 53595 Pararge aegeria (Linnaeus, 1758) X Lepidoptera Nymphalidae 53759 Polygonia c-album (Linnaeus, 1758) X X Lepidoptera Nymphalidae 608405 Pyronia tithonus (Linnaeus, 1771) X X Lepidoptera Nymphalidae 53741 Vanessa atalanta (Linnaeus, 1758) X Lepidoptera Nymphalidae 53747 Vanessa cardui (Linnaeus, 1758) Lepidoptera Papilionidae 54475 Iphiclides podalirius (Linnaeus, 1758) X Lepidoptera Pieridae 641941 Colias crocea (Geoffroy in Fourcroy, 1785) X Lepidoptera Pieridae 54417 Gonepteryx rhamni (Linnaeus, 1758) X X X Lepidoptera Pieridae 219833 Pieris napi (Linnaeus, 1758) X X Lepidoptera Pieridae 219831 Pieris rapae (Linnaeus, 1758) X X X Lepidoptera Pterophoridae 701622 Pterophorus pentadactylus (Linnaeus, 1758) X Lepidoptera Sphingidae 54829 Macroglossum stellatarum (Linnaeus, 1758) X X Lepidoptera Yponomeutidae 211660 Yponomeuta sp. Latreille, 1796 X Lepidoptera Zygaenidae 247061 Aglaope infausta (Linnaeus, 1767) X Mantodea Mantidae 65839 Mantis religiosa (Linnaeus, 1758) X Mecoptera Panorpidae 52148 Panorpa communis Linnaeus, 1758 X Mecoptera Panorpidae 52149 Panorpa germanica Linnaeus, 1758 X X Neuroptera Chrysopidae 52106 Chrysoperla carnea (Stephens, 1836) X Neuroptera Hemerobiidae 219983 Micromus angulatus (Stephens, 1836) X X Neuroptera Hemerobiidae 52097 Micromus variegatus (Fabricius, 1793) X Odonata Calopterygidae 65080 Calopteryx virgo (Linnaeus, 1758) X Orthoptera Acrididae 66268 Calliptamus italicus (Linnaeus, 1758) X Orthoptera Acrididae 66141 Chorthippus biguttulus (Linnaeus, 1758) X X X Orthoptera Acrididae 66138 Chorthippus brunneus (Thunberg, 1815) X Orthoptera Acrididae 66161 Chorthippus parallelus (Zetterstedt, 1821) X Orthoptera Acrididae 66173 Euchorthippus declivus (Brisout de B., 1848) X Orthoptera Acrididae 66114 Gomphocerippus rufus (Linnaeus, 1758) X X Orthoptera Acrididae 66194 Oedipoda caerulescens (Linnaeus, 1758) X

FERME-ABEILLE-BIODIVERSITE – Rapport d’activité CERCOPE, 2015 Orthoptera Acrididae 66100 Stenobothrus lineatus (Panzer, 1796) X Orthoptera Gryllidae 65910 Gryllus campestris Linnaeus, 1758 X Orthoptera Gryllidae 535980 Modicogryllus bordigalensis (Latreille, 1804) X Orthoptera Gryllidae 65932 Nemobius sylvestris (Bosc, 1792) X X X Orthoptera Tetrigidae 66036 Tetrix undulata (Sowerby, 1806) X X Orthoptera Tettigoniidae 536050 Bicolorana bicolor (Philippi, 1830) X Orthoptera Tettigoniidae 65636 Leptophyes punctatissima (Bosc, 1792) X X X Orthoptera Tettigoniidae 65891 Meconema meridionale A. Costa, 1860 X Orthoptera Tettigoniidae 65889 Meconema thalassinum (De Geer, 1773) X X X Orthoptera Tettigoniidae 65697 Platycleis albopunctata (Goeze, 1778) X Orthoptera Tettigoniidae 65711 Platycleis tessellata (Charpentier, 1825) X Orthoptera Tettigoniidae 593263 Roeseliana roeselii (Hagenbach, 1822) X Orthoptera Tettigoniidae 65882 Ruspolia nitidula (Scopoli, 1786) X Orthoptera Tettigoniidae 65774 Tettigonia viridissima (Linnaeus, 1758) X X Phasmida Bacillidae 66017 Clonopsis gallica (Charpentier, 1825) X Plecoptera Nemouridae 220064 Nemoura cinerea (Retzius, 1783) X Psocodea Psocidae 51433 Psococerastis gibbosa (Sulzer, 1776) X Trichoptera Limnephilidae 194140 Limnephilus sp. Leach in Brewster, 1815

Araneae Anyphaenidae 1715 Anyphaena accentuata (Walckenaer, 1802) X Araneae Araneidae 457320 Aculepeira ceropegia (Walckenaer, 1802) X Araneae Araneidae 1597 Araneus diadematus Clerck, 1758 X Araneae Araneidae 1598 Araneus quadratus Clerck, 1758 X X Araneae Araneidae 899 Araneus sturmi (Hahn, 1831) X Araneae Araneidae 1559 Araniella cucurbitina (Clerck, 1758) X Araneae Araneidae 1558 Araniella opisthographa (Kulczynski, 1905) X Araneae Araneidae 1550 Argiope bruennichi (Scopoli, 1772) X X X Araneae Araneidae 1563 Gibbaranea gibbosa (Walckenaer, 1802) X X X Araneae Araneidae 1585 Mangora acalypha (Walckenaer, 1802) X X X Araneae Clubionidae 1736 Clubiona neglecta O. P.-Cambridge, 1862 X Araneae Dictynidae 1103 Dictyna arundinacea Linnaeus, 1758 X X Araneae Eutichuridae 233905 Cheiracanthium punctorium (Villers, 1789) X Araneae Linyphiidae 194044 Leptyphantes Thorell, 1869 X Araneae Linyphiidae 1361 Linyphia triangularis (Clerck, 1758) X X Araneae Linyphiidae 457303 Microlinyphia pusilla (Sundevall, 1829) X X Araneae Lycosidae 1896 Alopecosa cuneata (Clerck, 1758) X Araneae Lycosidae 457341 Pardosa proxima (C.L. Koch, 1848) X Araneae Lycosidae 1941 Trochosa terricola Thorell, 1856 X X Araneae Philodromidae 1700 Tibellus oblongus (Walckenaer, 1802) X X Araneae Pisauridae 1882 Pisaura mirabilis (Clerck, 1758) X X X Araneae Salticidae 233969 Ballus chalybeius (Walckenaer, 1802) X Araneae Salticidae 2053 Evarcha arcuata (Clerck, 1758) X Araneae Salticidae 457404 Heliophanus flavipes (Hahn, 1831) X Araneae Tetragnathidae 457228 Metellina mengei (Blackwall, 1869) X Araneae Tetragnathidae 457316 Pachygnatha degeeri Sundevall, 1829 X X Araneae Theridiidae 1325 Enoplognatha latimana Hippa & Oksala, 1982 X X Araneae Theridiidae 716197 Platnickina tincta (Walckenaer, 1802) X Araneae Thomisidae 1636 Diaea dorsata (Fabricius, 1777) X Araneae Thomisidae 458769 Ebrechtella tricuspidata (Fabricius, 1775) X X Araneae Thomisidae 1610 Misumena vatia (Clerck, 1758) X X X Araneae Thomisidae 1630 Pistius truncatus (Pallas, 1772) X Araneae Thomisidae 234169 Synema globosum (Fabricius, 1775) X X X Araneae Thomisidae 914 Tmarus piger (Walckenaer, 1802) X Araneae Thomisidae 1641 Xysticus audax (Schrank, 1803) X

FERME-ABEILLE-BIODIVERSITE – Rapport d’activité CERCOPE, 2015 Araneae Thomisidae 1643 Xysticus kochi Thorell, 1872 X X X Araneae Thomisidae 457397 Xysticus ulmi (Hahn, 1831) X Araneae Uloboridae 1053 Uloborus walckenaerius Latreille, 1806 X Ixodida Amblyommidae 221428 Dermacentor reticulatus (Fabricius, 1794) X Ixodida Ixodidae 221439 Ixodes ricinus (Linnaeus, 1758) X Opiliones Phalangiidae 834 Phalangium opilio Linnaeus, 1761 X X

Glomerida Glomeridae 64859 Glomeris marginata (Villers, 1789) X X

Isopoda Armadillidiidae 18829 Armadillidium vulgare (Latreille, 1804) X X Isopoda Oniscidae 237051 Oniscus asellus Linnaeus, 1758 X Isopoda Philosciidae 237061 Philoscia muscorum (Scopoli, 1763) X Isopoda Porcellionidae 18820 Porcellio scaber Latreille, 1804 X X

Remerciements

CERCOPE tient à remercier sincèrement toute l’équipe du Pays de Bourges, pilote du projet Ferme-Abeille-Biodiversité , ainsi que le Conseil Régional Centre-Val de Loire pour leur soutien financier, sans lequel cette étude n’aurait pas été possible. Que soient aussi chaleureusement remerciées toutes les personnes ayant participé

directement ou indirectement à cette 1 ère saison d’inventaire, ainsi que les différents acteurs de ce vaste programme.

Crédits photographiques : toutes les photos sont de S. Damoiseau sauf celles de Callicera fagesii (page 34) et de Pipizella divicoi (page 48) de Cyrille Dussaix [source : Syrphidae Europenses , en ligne : www.cyrille.dussaix.perso-orange.fr].

Fichiers joints en annexe : version électronique du compte-rendu [format PDF], détails des prospections et effectifs par station / date / type de piège [format Excel], extraction Cardobs de l’intégralité des données [format Excel /.text].

Citation : merci de bien vouloir référencer ce document tel que suit :

DAMOISEAU S., 2015. – Ferme-Abeille-Biodiversité - Suivi entomologique en Champagne berrichonne et importance des auxiliaires dans les agrosystèmes. 1ère partie : Introduction, protocole et bilan de la saison 2015 . Rapport d’étude CERCOPE / Pays de Bourges / Région Centre-Val de Loire. 89 p.

FERME-ABEILLE-BIODIVERSITE – Rapport d’activité CERCOPE, 2015

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