Antananarivo Memoire En Vue De L

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DEPARTEMENT FORMATION INITIALE SCIENTIFIQUE

CENTRE D’ETUDE ET DE RECHERCHES

SCIENCES NATURELLES

MEMOIRE EN VUE DE L’OBTENTION DU CERTIFICAT D’APTITUDE PEDAGOGIQUE DE L’ECOLE NORMALE

(CAPEN)

CAPTURES, ELEVAGE ET TESTS DE SENSIBILITE DES ADULTES D’ANOPHELES AUX INSECTICIDES

Présenté par :::

RAFENOARISOA Felaniaina

Date de Soutenance : 06 Décembre 2013

Les membres du jury de Mademoiselle RAFENOARISOA Felaniaina

Président:

Monsieur RASOANINDRAINY Jean Marc Ph D in Biology

Maître de conférences

Université d’Antananarivo – Ecole Normale Supérieure(ENS)

Juge:

Madame RAHARIMANGA RAKOTOSON

D.E.A. d’Entomologie

Programme National de Lutte contre le Paludisme

Ministère de la santé publique

Rapporteur:

Monsieur ANDRIANASOLO RAVOAVY Jaonarivony

Doctorat d’Etat-es-Sciences Naturelles

Professeur titulaire

Université d’Antananarivo- Ecole Normale Supérieure(ENS)

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DédicacesDédicacesDédicaces

Au bon DIEU tout puissant, à mes parents, mes deux sœurs, mes amis, mes relations et à mes enseignants pour leurs aides et leurs soutiens spirituels, matériels et financiers au cours de mes études primaire, secondaire et universitaire

REMERCIEMENTS

Je tiens à exprimer ma profonde reconnaissance à tous ceux qui de près ou de loin ont contribué à la réalisation de ce mémoire.

Des remerciements pleins de reconnaissance sont destinés à Monsieur

ANDRIANASOLO RAVOAVY JaonarivonyJaonarivony.... Je ne saurai dire combien votre gentillesse, votre sens de partage, votre disponibilité ainsi que vos qualités sociales m’ont marquée. Merci du plus profond de mon cœur pour votre aide.

A Monsieur RASOANINDRAINY Jean Marc qui m’a fait un grand honneur en acceptant de présider ce mémoire malgré vos multiples occupations. Trouvez ici toute mes admirations ainsi que mes profonds respects

A Madame RAHARIMANGA RAKOTOSON,,, je ne vous remercierai jamais assez pour votre sympathie, tolérance et votre disponibilité tout au long de mon stage au sein de votre équipe au PNLP. Votre expérience et votre sagesse vous permettraient de juger ce modeste travail.

Aux entomologistes et personnels du PNLP, je suis très honoré par l’aide inestimable que vous m’avez apporté au cours de mon stage et je vous en suis reconnaissante.

Je n’oublie surtout pas de remercier et d’admirer mes parents et mes deux sœurs pour leur encouragement, leurs soutiens moraux et matériels, leur croyance et leur amour dans tous les moments difficiles.

Enfin, j’accorde à mes amis et mes relations mes remerciements les plus chers pour leur aide et encouragement.

Veuillez recevoir ici mes sentiments les plus respectueux

LISTE DES ABREVIATIONS

An.: Anopheles

CAID: Campagne d’Aspersion Intra Domiciliaire

ELISA: Enzyme Linked Immuno Sorbent Assay

KD: Knock down

L1: Larve au stade I

L2: Larve au stade II

L3: Larve au stade III

L4 : Larve au stade IV

ODM: Objectif Du Millénaire

OMS : Organisation Mondiale de la Santé

IRD : Institut de Recherche pour le Développement

PNLP : Programme National de Lutte contre le Paludisme sl: sens large sp: espèce

WHO: World Health Organization vi

LISTE DES FIGURES

Figure 1: Cycle biologique d'anophèle………………………………………………………………...... 4 Figure 2: Aspect de l'abdomen au cours de la digestion sanguin………………………………………..….5 Figure 3: Œufs des moustiques…………………………………………………………………………………..6 Figure 4: Photo d'une larve de moustique…………………………………………………………………..….7 Figure 5: Une nymphe……………………………………………………………………………………….….…7 Figure 6: Un adulte d'anophèle…………………………………………………………………………………..9 Figure 7: Principales caractéristiques morphologiques des Anophelinés et des Culicinés...... 11 Figure 8: Cycle simplifié des Plasmodies……………………………………………………………….…….12 Figure 9: Cycle biologique du Plasmodium falciparum………………………………………………….....13 Figure 10: Localisation des sites d'études…………..…………………………………………………….…..17 Figure 11: Deux tubes à hémolyses…………………………………………………………………………....19 Figure 12: Un aspirateur à bouche………………………………………………………………………...…..20 Figure 13: Identification des moustiques à la loupe…………………………………………………………24 Figure 14: Un pondoir à œufs…………………………………………………………………………...……...25 Figure 15: Cage d'élevage avec un pondoir et boule de coton imbibée d'eau sucrée…………….….….25 Figure 16: Lavage des œufs à l'eau de Javel……………………………………………………………….…27 Figure 17: Rinçage des œufs à l'eau de source…………………………………………………………….…27 Figure 18: Mise en bac des œufs………………………………………………………………………….…....28 Figure 19: Collecte des nymphes……………………………………………………………………………….29 Figure 20: Bout à tamis……………………………………………………………………………………….…30 Figure 21: Trois plaques coulissantes………………………………………………………………………....31 Figure 22: Tube d'observation fixé à la plaque coulissante………………………………………………...32 Figure 23: Tubes inclinés pour transférer les moustiques………………………………………….…...….33 Figure 24: Introduction des moustiques dans le tube d'observation……………………………….…..….33 Figure 25: Tube d'exposition et tube d'observation liés à la plaque coulissante…………………..…....34 Figure 26: Transfère des anophèles du tube d'observation vers le tube d'exposition………………...... 35 Figure 27: Mise en observation à l'insectarium……………………………………………………….…...... 36 Figure 28 : Cycles d’agressivité d’An.gambiae sl dans le district de BORIZINY……………..……..….44 Figure 29 : Cycles d’agressivité d’An.funestus dans le district de BORIZINY…………………………..44 Figure 30: Cycles d'agressivité d'An.gambiae sl dans le district d'AMBANJA…………………………..49 Figure 31: Cycles d'agressivité d'An.funestus dans le district d'AMBANJA…………………………..….50 Figure 32 : Cycles d’agressivités d’An.mascarensis dans le district d'AMBANJA…………….………..50 Figure 33: Représentation graphique des individus évanouis (KD) sur du papier de probabilité log……………………………………………………………………………………………………………...…...57

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LISTE DES TABLEAUX

Tableau 1: Inventaire des anophèles capturés à BORIZINY………………………………………………..38 Tableau 2: Moustiques capturés dans dix maisons à BORIZINY ………………………………..……….39 Tableau 3: Les moustiques capturés dans les gîtes extérieurs de Tsarahasina…………………………..39 Tableau 4: Résultats des chasses de nuit à l'intérieur et à l’extérieur des maisons dans le district de BORIZINY le 23 au 24 Mars 2013………………………………………………………………………..……41 Tableau 5: Densités agressives des anophèles capturés dans le district de BORIZINY………..……….42 Tableau 6 : Taux d’endophagie des anophèles capturés dans le district de BORIZINY………..……...43 Tableau 7: Inventaire des anophèles capturés à AMBANJA………………………………………………..45 Tableau 8: Moustiques capturés dans dix maisons à AMBANJA……………………………………..…...45 Tableau 9: Les moustiques capturés dans les gîtes extérieurs d’Ambodimanga Ramena…………..…..46 Tableau 10: Résultats des chasses de nuit à l'intérieur et à l’extérieur des maisons dans le district d'AMBANJA…………………………………………………………………………………………………...…..47 Tableau 11: Densités agressive des Anophèles capturés dans le district d'AMBANJA…..……………..48 Tableau 12: Taux d’endophagie des anophèles capturés dans le district d’AMBANJA………..……...49 Tableau 13: Températures et humidités relative enregistrées au cours du test à la deltamethrine…...53 Tableau 14: Nombre de moustiques morts et vivants et taux de mortalité après 24 heures d’observation………………………………………………………………………………………………….…..54 Tableau 15: Température et humidité relative enregistrés au cours du test de confirmation à la deltamethrine………………………………………………………………………………………………….…..54 Tableau 16: Taux de mortalité des moustiques sauvage après 24heures………………………………....55

Tableau 17: Taux de mortalité des jeunes femelles (F1) après 24heures………………………….……...55 Tableau 18: Temps KD50 et KD95 pour An.gambiae sl testé à la deltamethrine……………..………...56 Tableau 19: Températures et humidités relatives enregistrées au cours du test au fenitrothion….…...58 Tableau 20: Résultat du test de sensibilité d’An.gambiae sl d’Ankatso au fénitrothion……………...…58 Tableau 21: Tableau récapitulatif des tests de sensibilité effectués sur les femelles d'An.gambiae sl capturées à Ankatso…………………………………………………………………………………………..…..59

viii

SOMMAIRE

INTRODUCTION……………………………………………………………..…....1 CHAPITRE I : GENERALITES………………………………………………….…..3 1. Le Paludisme………………………………………………………………………………3 1.1.Le vecteur………………………………………………………………………..…3 1.1.1. Systématique de l’Anophèle……………………………………………………3 1.1.2. Cycle biologique de l’anophèle ……………………………………………..…4 1.1.3. Morphologie générale des moustiques : œufs, larves, nymphe, adulte………...6 1.1.4. Distinction des Anophelinés des Culicinés…………………………………...10 1.2.Agent causal du paludisme………………………………………………………..12 1.2.1. Systématique……………………………………………………………....….12 1.2.2. Le cycle biologique du Plasmodium falciparum…………………………...…12 2. Lutte contre le paludisme …………………………………………………..………...14 2.1. Symptômes et traitements de la maladie…………………………………………14 2.2.Prévention du paludisme………………………………………………………….15 2.2.1. Lutte anti vectorielle…………………………………………………...... ……15 2.2.2. Chimio prophylaxie…………………………………………………..…...…..15 CHAPITRE II : MATERIELS ET METHODES………………………………..16 1. Sites d’études……………………………………………………………………………16 2. Captures d’adultes de moustiques 2.1. Captures matinales de la faune culicidienne endophile……………………….....19 2.2. Recherche de moustiques dans les gîtes extérieurs……………………………....20 2.3. Capture nocturne de la faune agressive…………………………….………….…21 2.4. Identification des anophèles……………………………………….. ……………22 3. Elevage d’anophèles…………………………………………………………………...23 3.1. Capture des adultes d’anophèles…………………………………………………23 3.2. Triages des moustiques…………………………………………………..………23 3.3. Recueil des pontes……………………………………………………….……….24 3.4. Elevage des stades préimaginaux………………………………………...……...26 3.4.1. Nettoyage des œufs et mise en bac des œufs…….……………………..….…26 3.4.2. Incubation des œufs………………………………………….……………..…27 3.4.3. Elevages des larves et nymphes…………………………………………..…..29 4. Tests de sensibilité des anophèles adultes aux insecticides……………………..29 1

INTRODUCTION

Le paludisme est l’une des maladies parasitaire les plus communes transmises par des vecteurs et largement répandue dans les régions tropicales et subtropicales. Le vecteur qui le transmet d’une personne à l’autre est le moustique femelle du genre Anopheles, étymologiquement du grec « a »qui est un privatif et « opheles » qui signifie utile, autrement dit, un insecte dénué d’utilité [CARNEVALE P. et ROBERT V.; 2009; p.15]. Le paludisme continu d’être un problème majeur de santé dans le monde en dépit des plus de cent années de recherches après la découverte du parasite dans le sang humain par Charles Laveran en 1880, et plus tard le rôle du moustique établi par Ronald Ross en 1898 dans la transmission du paludisme. C’est une maladie causée classiquement par 4 espèces plasmodiales Plasmodium falciparum, Plasmodium vivax, Plasmodium malariae, Plasmodium ovale. Des infections humaines par Plasmodium knowlesi, espèce responsable du paludisme chez les singes sont de plus en plus décrites en Asie du Sud Est [KAMARAJU R. et al 2010]. Plasmodium falciparum est l’espèce la plus meurtrière et responsable de la plupart des décès dans le monde. L’OMS a estimé à 225millions le nombre de cas de paludisme dans le monde en 2009. La grande majorité des cas était dans la région Africaine (78%) suivie de l’Asie du Sud Est (15%) et des régions orientales méditerranéennes (5%) [OMS; 2010]. Les décès ont été estimés à 781000 en 2009 dont 91% étaient dans la région africaine, environ 85% des enfants de moins de 5 ans. Au cours des dix derniers années, des progrès sans précédent ont été notés dans la lutte contre le paludisme grâce à des meilleurs tests diagnostiques et à la disponibilité de médicaments efficaces, ce qui réduit de manière remarquable les taux de mortalité due à cette maladie dans le monde. Cependant, la transmission continue toujours dans 99 pays et a fait 655000 victimes en 2010 [OMS; 2012]. A Madagascar, le paludisme reste encore un problème de santé publique actuellement. Il se trouve en tête de liste des préoccupations du Ministère de la santé publique. La lutte contre les vecteurs, essentiellement la pulvérisation intra domiciliaire d’insecticide rémanent et les moustiquaires à imprégnation durable représente aussi une stratégie très importante et très efficace dans presque toutes les situations. Malheureusement, cette bonne nouvelle est assombrie par une menace qui est le développement de la résistance des vecteurs aux insecticides, observé surtout dans l’Afrique Subsaharienne et Inde [OMS; 2012]. Devant cette situation, suivant les recommandations techniques de l’OMS, les pays dont Madagascar devraient faire 2 systématiquement le suivi de la résistance des vecteurs aux insecticides, utilise judicieusement les insecticides à la suite de l’analyse, de la répartition et le comportement des vecteurs à travers des investigations sur terrain. C’est pour cela que nous nous proposons dans ce travail de montrer l’importance du rôle de l’entomologie dans le programme national de lutte contre le paludisme. Une investigation a été effectuée pour l’étude de la répartition des vecteurs, leur densité, leur comportement et une étude de sensibilité aux insecticides indispensables à la lutte anti vectorielle. Ce mémoire comporte donc quatre chapitres dont le premier exposera les généralités sur le paludisme, le second insistera sur les matériels et méthodes concernant les enquêtes entomologiques dans les régions de la Sofia et de la Diana, l’élevage des adultes d’anophèles d’Ankatso effectué en laboratoire et des tests de sensibilité au Deltamethrine 0,05% et au Fenitrothion 1,0%. Le troisième chapitre abordera les résultats, les discussions et les conclusions des études précédentes et enfin ce travail permettra d’entamer les différents intérêts pédagogiques au niveau de l’enseignement.

CHAPITRE I : GENERALITES

1. Le Paludisme Le paludisme est une maladie parasitaire due au protozoaire du genre Plasmodium transmit par la piqûre d’un moustique femelle du genre Anopheles. Cinq espèces de plasmodium humain sont connues : Plasmodium falciparum, Plasmodium vivax, Plasmodium malariae, Plasmodium ovale, Plasmodium knowlesi. Son cycle biologique se déroule chez l’homme et chez certaines espèces d’anophèles.

1.1. Le vecteur

1.1.1. Systématique de l’Anophèle Règne: ANIMALIA Super embranchement: INVERTEBRE Embranchement: ARTHROPODA Classe: INSECTA Sous classe: PTERYGOTA Ordre: NEMATOCERA Famille: Culicidae Sous famille: Anophelinae Genre: Anopheles [Source: KNIGHT K. L.et STONE A.; 1977]

L’anophèle appartient au règne Animal, dans le super embranchement des Invertébrés. Il se trouve dans l’embranchement des Arthropodes caractérisés par un corps segmenté, des appendices articulés et l’existence d’exosquelette favorisant la croissance discontinue par des mues. Le genre Anopheles appartient à la classe des Insectes, d’une part par la présence de corps divisé en tête, thorax, abdomen. Et d’autre part, par l’existence d’une paire d’antennes et de trois paires de pattes longues et grêles. Il se trouve dans l’ordre des Diptères car il possède une paire d’ailes normales sur le thorax et d’une deuxième paire d’ailes vestigiales appelées haltères. 4

La famille des Culicidae regroupe tous les moustiques qui sont divisés en deux sous familles, les Culicinae et les Anophelinae. Les Anophelinae comprennent le seul genre Anopheles où seules les femelles de certaines espèces sont vectrices du paludisme.

1.1.2. Cycle biologique de l’anophèle Le cycle biologique [Figure 1] des anophèles comprend deux phases : - une phase aquatique pour les stades préimaginaux ou immatures: œuf, larves avec 4 stades larvaires entrecoupés chacun d’une mue et nymphe. Les stades larvaires concernent une période de croissance avec une augmentation notable de taille qui peut être de l’ordre de 10 fois, du stade I au stade IV - une phase aérienne pour le stade adulte ou imaginal. C’est la période de reproduction et de dispersion. Le mâle se nourrit exclusivement de jus sucrés, tandis que la femelle s’alimente non seulement de jus sucrés pour y procurer de l’énergie nécessaire pour le vol; mais aussi de sang humain et (ou) animal qui permet le développement des ovaires. Ce dernier est illustré par le cycle gonotrophique. Le temps pris par chaque stade pour se développer dépend de la température de l’eau et d’autres facteurs, mais plus la température est élevée, plus ce temps est court.

Figure 1: Cycle biologique d'anophèle

[Source : CARNEVALE P. et ROBERT V. ; 2009 ; p.17] 5

Le cycle gonotrophique est une partie du cycle biologique de l’anophèle; en effet, c’est la succession des phénomènes physiologiques qui se produit chez le moustique entre deux repas sanguin successifs. Etymologiquement gonotrophique appelé également trophogonique vient de deux mots: « gono » (gonade) et « trophique » (nourriture), autrement dit, le cycle gonotrophique est le développement et la maturation des œufs en fonction de la nourriture. BEKLEMISSHEV (1940) a précisé trois phases du cycle gonotrophique : ∑ Phase 1: la recherche de l’hôte par la femelle à jeun pour son repas sanguin. ∑ Phase 2: l’ingestion et la digestion du sang accompagnée de la maturation des follicules ovariens. ∑ Phase 3: la recherche du lieu de ponte par la femelle gravide et l’oviposition. Après émergence, l’adulte copule puis pique un hôte (vertébré) ceci correspond à la phase 1 du cycle. Ensuite, on assiste à un développement des ovaires en même temps que l’ingestion et la digestion du sang.

Figure 2: Aspect de l'abdomen au cours de la digestion sanguin

[Source : DETINOVA T. S. ;1962]

Cette évolution favorise la modification de l’aspect de l’abdomen : - A jeun : l’anophèle présente un abdomen plat. - Après avoir piqué l’hôte, l’abdomen est de couleur rouge sombre ou rouge clair où une petite partie de l’extrémité a une couleur blanche. On dit que l’anophèle est gorgé. 6

- Un à deux jours après cette transformation, trois à quatre segments de l’abdomen apparaissent avec une couleur sombre sur la face ventrale du moustique. L’anophèle est donc au stade de digestion nommé semi-gravide. - Au bout de quelques jours, il ya une petite tâche sombre sur la face ventrale et les segments sont tous de couleurs blanches. L’anophèle est gravide. L’ensemble de ces évolutions se situe dans la phase 2 du cycle gonotrophique.

Une fois le repas digéré, la femelle gravide cherche un endroit ou un site de ponte (eau stagnante, rivière, lac, fleuve…) pour y déposer ses œufs; puis, repart à la recherche d’un nouveau repas sanguin et le cycle recommence. Cette dernière étape illustre la phase 3 du cycle.

1.1.3. Morphologie générale des moustiques : œufs, larves, nymphe, adulte

‹ Œufs Les œufs de moustiques sont généralement de forme ovale. Ils sont munis ou non de flotteurs latéraux les permettant de rester en surface de l’eau. Ils sont pondus séparément ou en amas, comme à la surface de l’eau où ils se regroupent parfois par leur extrémité pour former des sortes d’étoiles sur l’eau.

Figure 3: Œufs des moustiques

‹ Larves Les larves ont une forme allongée dépourvues de pattes. Elles peuvent présenter ou non des siphons respiratoire. Elles se placent parallèlement ou inclinées formant un angle avec la surface de l’eau.

Figure 4: Photo d'une larve de moustique

‹ Nymphe La nymphe est en forme de virgule. Elle est très mobile et possède deux trompettes respiratoires dont la forme varie suivant la sous famille à laquelle elles appartiennent. La trompette respiratoire est plus courte et plus évasée chez les Anophelinae que chez les Culicinae où elle est longue et régulière.

Figure 5: Une nymphe

‹ Adulte ° Tête Avec une paire d’yeux composée, une paire de palpes maxillaires, une paire d’antennes et un long proboscis appelé également trompe. ° Thorax Comportant également trois segments: le prothorax, le mésothorax et le métathorax. Le thorax présente une paire d’ailes normale qui s’insère sur le mésothorax et une paire d’haltères vestigiales qui s’insèrent sur le métathorax. Les ailes présentent un certain nombre de veines, chaque veine porte un numéro ou un nom. La veine qui longe le bord antérieur de l’aile s’appelle costa et la veine plus courte située juste en dessous est la subcosta. Il y a 6 autres veines numérotées de 1 à 6, parmi lesquelles les veines 2, 4 et 5 sont fourchues. Les veines sont couvertes d’écailles qui sont habituellement brun foncé, blanc ou de couleur crème. Le bord postérieur de l’aile est garni de fines écailles. Les pattes sont longues et grêles composées d’un long fémur, un long tibia et un long tarse présentant cinq segments. Les 5 segments sont numérotés de I à V, le segment I étant le plus proche du corps. Au bout de la patte, on trouve une paire de griffes. Les pattes sont aussi couvertes d’écailles qui peuvent être de différentes couleurs et utilisées dans l’identification d’espèces. ° Abdomen L’abdomen est constitué de dix segments dont le neuvième et le dixième sont peu visibles et modifiés en segments génitaux.

Figure 6: Un adulte d'anophèle

[Source : CARNEVALE P. et ROBERT V. ; 2009 ; p.33]

1.1.4. Distinction des Anophelinés des Culicinés

Les caractères distinctifs des deux sous familles sont illustrés dans la figure 7 :

‹ Œufs Les œufs des Anophelinés sont pondus isolement avec des flotteurs à la surface de l’eau. Ces derniers flottent à la surface de l’eau tandis que ceux des Culicinés sont pondus également isolement pour certains genres comme Aedes mais ceux des Culex sont groupés en radeaux. ‹ Larves Les larves des Anophelinés se trouvent parallèlement et immédiatement en dessous de la surface de l’eau. Ces dernières ne présentent pas de siphon respiratoire. Par contre, les larves des Culicinés s’inclinent par rapport à la surface de l’eau. Ces larves se distinguent des Anophelinés par l’existence de siphon respiratoire. ‹ Nymphes Les nymphes des Anophelinés et des Culicinés sont suspendues juste sous la surface de l’eau. Elles ont une forme de virgule. Ces nymphes sont très mobiles et sont pourvues d’une paire de trompettes respiratoires. La trompette respiratoire des Anophelinés est courte avec une large ouverture tandis que celle des Culicinés est plus large et fine à ouverture étroite. ‹ Adulte Au repos, les Anophelinés sont inclinées par rapport au support par opposition aux Culicinés qui se reposent parallèlement au support. Les deux sous familles présentent aussi des différences au niveau de la tête suivant la sous famille et le sexe, telles que: - La tête des femelles des Anophelinés est à palpes maxillaires aussi long que le proboscis alors que celle des Culicinés présente des palpes maxillaires inférieurs au proboscis. - La tête des mâles des Anophelinés renferme des palpes maxillaires à extrémités renflées tandis que celle des Culicinés possède des palpes maxillaires à extrémités à effilées. 11

Figure 7: principales caractéristiques morphologiques des Anophelinés et des Culicinés

[Source : BRUCE-CHWATT L.J. ; 1985]

1.2. Agent causal du paludisme Le paludisme prend une place importante parmi les maladies parasitaires puisqu’il touche nombreux pays dans le monde. Cette maladie est causée par le parasite Plasmodium avec quatre espèces Plasmodium falciparum, Plasmodium vivax, Plasmodium malariae, Plasmodium ovale et récemment une cinquième Plasmodium knowlesi. Plasmodium falciparum est l’espèce la plus réputée par son action très meurtrière dans la plupart des régions tropicales et subtropicales.

1.2.1. Systématique Règne: PROTISTES Embranchement: APICOMPLEXA Classe: HAEMOSPORIDEA Ordre: HAEMOSPORIDA Famille: Plasmodidae Genre: Plasmodium Espèces: - falciparum - vivax - ovale - malariae - knowlesi [Source : NKOUA BADZI C.; 2007; p. 12]

1.2.2. Le cycle biologique du Plasmodium falciparum Dans le cycle biologique des plasmodies, la transmission entomologique peut designer le passage du Plasmodium : - de l’hôte vertébré à l’hôte vecteur - de l’hôte vecteur à l’hôte vertébré

Figure 8: Cycle simplifié des Plasmodies

[Source : CARNEVALE P. et ROBERT V. ; 2009 ; p.147] 13

Ces parasites sont transmis par la piqûre infectée de l’anophèle femelle, fortement anthropophile et hématophage. Le cycle biologique du Plasmodium comporte un cycle asexué chez l’homme et un cycle sexué chez le moustique qui est l’hôte définitif. [DIARRASOUBA F. ; 2002 ; p.27] Lors du repas sanguin, le moustique ingère les parasites formant des gamètes dans l’estomac. L’union des gamètes mâle et femelle donne le zygote appelé ookinéte. Ce dernier pénètre la paroi de l’estomac pour ensuite devenir oocyste sphérique. Le noyau du jeune oocyste entreprend une série d’endomitoses qui vont produire les sporoblastes, puis les sporozoïtes haploïdes. Par conséquent, l’oocyste grossit, se rompt et libère les sporozoïtes qui envahissent tout le corps du moustique et par un chimiotactisme positif, ils se dirigent vers les glandes salivaires où ils s’accumulent et acquièrent leur aptitude à devenir infectant pour l’hôte vertébré. L’ensemble de ces phénomènes se passe chez l’anophèle et constitue le cycle sexué ou cycle sporogonique [Figure 9]. La maturation des sporozoites varie avec la température et avec l’espèce. La durée de ce cycle est généralement de 15 à 18 jours.

Figure 9: Cycle biologique du Plasmodium falciparum

[Source : CARNEVALE P. et ROBERT V. ; 2009 ; p.160]

Au cours d’une piqûre d’un sujet sain, l’anophèle injecte les sporozoïtes à travers le sang. Ces derniers gagnent le foie, envahissent les cellules hépatiques, c’est la phase exo-érythrocytaire. Ils se multiplient entraînant l’éclatement de la cellule hépatique. Il y a libération des parasites appelés merozoïtes dans la circulation sanguine. Les merozoïtes pénètrent dans les hématies, ils prennent alors le nom de trophozoïtes. Ces derniers grandissent et leurs noyaux se divisent donnant naissance à des trophozoïtes. Les noyaux s’entourent de cytoplasme pour former des éléments uninucléés. A maturité, les schizontes éclatent et libèrent des merozoïtes qui envahissent de nouvelles hématies, initiant ainsi de nouveaux cycles érythrocytaires. L’ensemble de ces événements qui se déroulent chez l’homme est appelé cycle asexué ou cycle schizogonique. Certains merozoïtes se différencient en gamétocytes mâles et gamétocytes femelles qui sont ingérés par l’anophèle femelle lors de son repas de sang.

2. Lutte contre le paludisme

2.1. Symptômes et traitements de la maladie

‹ Symptômes de la maladie

Les symptômes du paludisme apparaissent de 9 à 14 jours environ après la piqûre de moustique infectante, laps de temps qui varie suivant l’espèce de Plasmodium. Un malade atteint du paludisme présente un ou plusieurs symptômes: maux de tête, vomissement, fatigue, tremblement, des fièvres cycliques, amaigrissement, froideur du corps, rougeur des yeux, vertige, toux sec, frissons.

‹ Traitements Lorsque des symptômes de paludisme se présentent, particulièrement pendant ou après un voyage dans des régions paludéennes, le paludisme est suspecté et est diagnostiqué de deux manières : - à l’aide de bandelettes réactives de test de diagnostic rapide - ou par microscopie (recherche de plasmodies dans un frottis sanguin) Si le paludisme est diagnostiqué, le médecin prescrit des médicaments antipaludiques. Le meilleur traitement disponible, particulièrement pour le paludisme à Plasmodium falciparum est une association médicamenteuse comportant de l’artemisinine ou ACT (OMS).

2.2.Prévention du paludisme

2.2.1. Lutte anti vectorielle

‹ Mesures prise par l’Etat

- La distribution de moustiquaires imprégnées d’insecticide à efficacité durable le plus fréquemment distribués par les programmes nationaux de santé publique - La pulvérisation d’insecticides à effet rémanent à l’intérieur des maisons

‹ Mesures prise par les communautés et le personnel sanitaire - Le comblement des trous à eaux stagnantes pour réduire les gîtes larvaires - Enlèvements des broussailles - Utilisations des larvicides - Emploi des prédateurs comme les poissons larvivores - Hygiène communautaire - Répulsifs et serpentins anti-moustiques - Amélioration de l’habitat - Fougères flottantes rendant le lieu impropre à la reproduction: par exemple le genre Azolla [TONIAZE C. ; 2001 ; p. 4]

2.2.2. Chimio prophylaxie Des groupes de population les plus spécialement à risque peuvent se protéger au moyen d’antipaludiques : - Les voyageurs internationaux provenant de régions exemptes de paludisme - Les femmes enceintes vivant dans des zones de forte transmission prennent un traitement préventif intermittent aux deux visites prénatales, après le premier trimestre de grossesse - Un traitement préventif intermittent est de même donné aux nourrissons vivant en zones de forte transmission

CHAPITRE II : MATERIELS ET METHODES

1. Sites d’études Avant la prise de décision sur les moyens de lutte contre les vecteurs, il est primordial de comprendre la relation entre le vecteur, son écologie, son comportement, le parasite et l’hôte afin de développer et exécuter des stratégies efficaces pour le contrôle des vecteurs. Les enquêtes entomologiques sont menées pour identifier les vecteurs responsables de la transmission de la maladie dans une région, fournir des informations de base sur le comportement, la densité et les habitats des espèces vectrices. Elles permettent également d’évaluer et de suivre l’impact des interventions anti vectorielles ou d’éclaircir les situations suspectes. Des enquêtes entomologiques ont été faites dans trois régions de Madagascar, Sofia, Diana et Analamanga. Des captures matinales de la faune culicidienne résiduelle dans les maisons, des recherches dans les gîtes extérieurs, des chasses de nuit, un élevage en laboratoire et des tests de sensibilités y étaient effectuées. Avant d’entrer en détails sur ces enquêtes, il est préférable que nous exposons un peu à quoi ces régions (Port Berger, Ambanja et Ankatso) semblent intéressant et méritent d’être sources de connaissances en matière de vecteurs de paludisme. 17

Figure 10: Localisation des sites d'études

∑ PORT BERGE ou BORIZINY Le district de Port Bergé ou de Boriziny est situé dans la région Nord Ouest de Madagascar, région Sofia, dans l’ex-province de Mahajanga à 593 kilomètres d’Antananarivo. Ce district est limité au Nord par la rivière Sofia, au Sud par le district de Mampikony, à l’Est par le district de Mandritsara et à l’Ouest par la Baie de Mahajamba limitant le District de Mahajanga II. Notre étude s’était effectuée dans le fokontany de Tsarahasina qui se situe à 47°34'431’’longitude Est et 15°46'196’’ latitude Sud à 36m d’altitude. Le climat est de type tropical, caractérisé par l’alternance très marquée d’une saison chaude et pluvieuse de Novembre à Avril, avec quelquefois des dépressions cycloniques et d’une saison fraîche et sèche. En période de crue, il arrive souvent que les lits laissent des terres 18 alluvionnaires favorables à toutes sortes de cultures: rizicoles, industrielles (coton, tabac,…) ou autres cultures vivrières, seulement cela entraîne l’inondation de plusieurs zones. Cette région est aussi caractérisée en grande partie par la pratique de la culture traditionnelle, malgré les grandes actions de vulgarisation, de la mécanisation des cultures. D’ailleurs, l’économie du district repose essentiellement sur l’agriculture dont la majorité des habitants (environ 84%) sont des agriculteurs.

∑ AMBANJA Rattachée à la province d'Antsiranana (Diego-Suarez), le district d'Ambanja est situé dans le Nord-Ouest de Madagascar, région de Diana à une vingtaine de kilomètres du canal de Mozambique, au Sud-Est de l'île de Nosy Be. Ambanja est connue sous l'appellation de Sambirano du nom du fleuve qui la traverse. Nos études étaient réalisées à 25kilomètres de la ville, dans le fokontany d’Ambodimanga Ramena situé à 48°37’01’’ longitude Est, 13°46’59’’ latitude Sud à 373m d’altitude. Le district est protégé du vent par les montagnes boisées. Les pluies alliées à la fertilité des sols riches en alluvions drainés par le fleuve ainsi que le climat de type tropical humide similaire à celui de la côte Est ont permis le développement de nombreuses cultures d'exportation (vanille, cacao, café, poivre...). Les précipitations y sont supérieures à celles relevées dans le Nord-Ouest même si la saison sèche y est assez marquée. ∑ ANTANANARIVO Le district d’Antananarivo Renivohitra se trouve dans la province d’Antananarivo, région d’Analamanga. Nos travaux étaient accomplis à Ankatso. Elle se situe dans les zones rurales des Hautes Terres Centrales (HTC), dans la partie Sud-Est de la ville. Elle fait partie du 2é arrondissement de la commune urbaine d’Antananarivo, un quartier périurbain de la ville d’Antananarivo. Ankatso se situe à 47°33’28,5’’longitude Est, 18°54’39,4’’ latitude Sud à 1257m d’altitude. La saison chaude et pluvieuse s’étend d’Octobre à Avril et la pluviosité annuelle moyenne dépasse 1 300 mm.

2. Captures d’adultes de moustiques

2.1. Captures matinales de la faune culicidienne endophile ≤ Objectif Cette méthode a pour objectif de capturer tôt le matin, les moustiques endophile qui se reposent à l’intérieur des maisons. Elle permet de calculer la densité moyenne de moustiques dans une chambre. ≤ Matériels - Bombes insecticides - Draps blancs - Tubes à hémolyses [Figure 11] - Pince entomologique

Figure 11: Deux tubes à hémolyses

≤ Méthode de travail

La méthode qui a été utilisée consiste en un pyrethrage d’insecticide non rémanent (bombe insecticide ou aérosol) dans les chambres à coucher. - Enlever ou couvrir tous les aliments, les petits objets et petits meubles. - Recouvrir par des draps blancs toute l’intérieur de la chambre, sous les tables et toutes les issues où peuvent se reposer les moustiques, couvrir également les ouvertures et les trous avec des chiffons ou du treillis moustiquaire et fermer portes et fenêtres 20

- Pulvériser d’insecticide toutes les ouvertures, les trous dans les murs et sous le toit. Une autre personne pulvérise la pièce ainsi que les issus par lesquels les moustiques peuvent s’enfuir jusqu’à ce que la pièce soit rempli d’un fin brouillard - Fermer la chambre pendant trente minutes environ - Après ce laps de temps, sortir délicatement et reprendre les draps par leurs coins en commençant par le pas de la porte - Ramasser les moustiques tombés sur les draps à l’aide d’une pince entomologique et les mettre dans du tube à hémolyse - Les moustiques collectés sont identifiés au laboratoire sous la loupe binoculaire - Les femelles vectrices du paludisme capturées ont été groupées selon leur stade de digestion (gorgée, non gorgée, semi-gravide, gravide)

Le pyréthrage d’insecticide non rémanent est effectué au moins dans dix maisons afin d’avoir un échantillon représentatif.

2.2. Recherche de moustiques dans les gîtes extérieurs

≤ Objectif Il s’agit de capturer les moustiques adultes au repos dans les gîtes à l’extérieur des maisons.

≤ Matériels - Aspirateur à bouche [Figure 12] - Gobelets à voile retenue par une élastique et bouchés avec du coton - Glacière - Lampe torche

Tube en caoutchou c

Tube en verre

Figure 12: Un aspirateur à bouche 21

≤ Méthode de travail

Eclairer au moyen d’une lampe torche l’endroit où peuvent se cacher les moustiques: les bords de cours d’eau ou de fossés, des trous de rochers, des fentes dans les murs, des grottes, des troncs de grands arbres ou des termitières abandonnées... . Aspirer l’insecte à l’aide de l’aspirateur à bouche puis le transférer dans le gobelet recouvert d’une voile et bouché par un morceau de coton. Placer le gobelet à moustiques dans une glacière en mettant cette dernière à l’ombre pour éviter de tuer certains individus. Arrivés au laboratoire, les moustiques sont identifiés et enregistrés.

2.3. Capture nocturne de la faune agressive ≤ Objectif Les chasses de nuit permettent de : - capturer et connaître les moustiques agressifs à l’homme pendant la nuit - établir le cycle d’agressivité du vecteur - déduire les densités agressives ou les taux de piqûres par nuit - déterminer le taux d’endophagie des vecteurs, c'est-à-dire la proportion des vecteurs qui piquent à l’intérieur des maisons - déterminer les taux de parité par dissection des ovaires: c’est le pourcentage des moustiques qui ont déjà pondu - déterminer l’inféctivité des vecteurs par dissection des glandes salivaire ≤ Matériels - Sacs en plastique - Lampe torche - Tubes de capture - Coton - Loupe - Microscope ≤ Méthode de travail

Les captures de nuit sont faites dans trois postes par des volontaires initiés préalablement à la technique de capture. 22

Dans chaque poste, un captureur travaille à l’intérieur d’une habitation et un autre à l’extérieur car une partie non négligeable de la population peut rester assez tard dans la nuit à l’extérieur. [RAKOTOSON J.D. et al ; 1994 ; p.1] Le captureur à jambes dénudées est assis sur une chaise à l’extérieur et un autre à l’intérieur d’une maison, on dit que c’est un « captureur- appât ». Il éclaire de temps en temps avec la lampe les moustiques qui piquent les jambes puis les attrape avec les tubes de capture qu’il bouche à l’aide d’un morceau de coton. Les moustiques capturés sont mis dans des sacs en plastique et groupés par tranche d’heure de dix huit heures du soir jusqu'à six heure du matin. L’identification se fait au laboratoire. Les ovaires et les glandes salivaires des femelles vectrices sont disséqués pour la détermination et la recherche de sporozoïtes. Les têtes et les thorax sont conservés dans des tubes avec du dessiccateur à raison d’un spécimen par tube, pour la détection ultérieure de l’infection des moustiques par les Plasmodium par une technique immunologique (ELISA) au laboratoire.

2.4. Identification des anophèles

L’identification morphologique des anophèles se fait à l’aide de la clé de détermination des Anophelinae malgaches [GRJEBINE A.; 1966]. C’est une clé dichotomique qui présente des observations regroupées par paires. Dans ce type de clé, une seule des deux descriptions correspond au spécimen examiné. A l’issue de la comparaison, on trouve soit un nombre indiquant quelle paire utiliser ensuite, ou le nom du spécimen à identifier. A la paire suivante, la réponse correcte sera choisie et ainsi de suite jusqu’à l’identification de l’espèce correspondant au spécimen. Voici un exemple de clé simplifiée : 1. Segments abdominaux avec touffes latérales d’écailles ……………………………...…….2 .Segments abdominaux sans touffe latérale d’écaille ……………………………..………3 2. Dernier segment du tarse postérieur entièrement noir………………….…...... An.squamosus . Dernier segment du tarse postérieur entièrement pâle …………………….…An.pharoensis 3. Tarse postérieur avec au moins les deux derniers segments entièrement pâles ……...... 4 .Tarse postérieur avec tous les segments noirs ou annelés de pâle aux articulations………..7 4. Fémurs et tibias tachetés de pâle ……………………………………………………………5 . Fémurs et tibias unicolores, non tachetés de pâle ………………………………...... 6 5. Les trois derniers segments du tarse postérieur entièrement pâles ………....An.maculipalpis 23

.Les deux derniers segments seulement du tarse postérieur entièrement pâles An.pretoriensis 6. Troisième article du tarse postérieur avec une bande noire plus petite que la moitié de l’article…………………………………………...…...... An.coustani .Troisième article du tarse postérieur avec une bande noire plus grande que la moitié de l’article …………………………..……....…….....…….....………………………….....An.rufipes 7. Tarse antérieur annelé de pâle aux articulations ……………………………...An.gambiae sl .Tarse antérieur non annelé de pâle aux articulations ……………………………… ……….8 8. Base de la première nervure noire……………………………………………………..An.nili . Base de la première nervure pâle ………….…………………………..…………An.funestus

3. Elevage d’anophèles

L’élevage consiste à obtenir des descendants F1 ou première génération à partir des adultes sauvages de moustiques du genre Anopheles gambiae sl collectés dans des étables. L’élevage a été effectué en laboratoire, dans un insectarium dans des conditions de température et d’humidité contrôlées. Ce sont les jeunes femelles âgées de 2 à 5 jours, non gorgées de sang, qui sont utilisées pour les tests de sensibilité aux insecticides. Mais si l’élevage n’arrive pas à produire des jeunes moustiques, des individus capturés sur terrain peuvent être employés. L’élevage en insectarium nous permet en outre de suivre le developpement des moustiques du stade œuf au stade adulte.

3.1. Capture des adultes d’anophèles Les captures ont été effectués afin d’avoir des adultes d’anophèles femelles ayant déjà atteint des stades de digestions plus poussés c'est-à-dire des femelles gorgées, semi-gravides et gravides. La méthode de capture est déjà décrite dans le paragraphe 1-3.

3.2. Triages des moustiques

≤ Matériels - Loupe binoculaire - Cages d’élevages recouverts d’une toile moustiquaire - Tissu noir - Coton 24

- Tubes à hémolyses - Sucre - Clé de détermination ≤ Méthode de travail

Libérer dans la cage d’élevage les moustiques contenus dans chaque gobelet. Prendre un à un chaque moustique avec du tube à hémolyse et boucher celui-ci à l’aide d’un morceau de coton. Chaque spécimen est identifié à la loupe suivant la clé de détermination de GRJEBINE [Figure13]. Les femelles de la même espèce, dans notre cas Anopheles gambiae sl, au même stade sont groupées et lâchées dans la même cage. Couvrir la cage avec un tissu noir mouillé.

Figure 13: Identification des moustiques à la loupe

3.3. Recueil des pontes

≤ Matériels - Pondoir - Solution sucrée de 5% à 10% 25

- Coton hydrophile ≤ Méthode de travail

Pour le recueil des œufs, un pondoir [Figure 14] constitué d’une boîte de pétri tapissée de coton imbibé d’eau et recouvert de papier filtre, est placé dans la cage.

Figure 14: Un pondoir à œufs

Une boule de coton imbibée d’eau sucrée de 5% à10% est suspendue à l’intérieur de la cage pour nourrir les anophèles [Figure 15]. Par la suite, la cage est placée soigneusement sur une étagère dans un insectarium et les femelles gravides ou semi- gravides y sont relâchées.

Coton imbibée d’eau sucrée

Pondoir

Figure 15: Cage d'élevage avec un pondoir et boule de coton imbibée d'eau sucrée 26

L’insectarium est une salle de laboratoire contenant un nébulisateur générateur de l’humidité et un chauffage électrique source de la chaleur. Ces deux appareils sont réglés de telles sortes à avoir l’humidité (comprise entre 70% et 80%) et la température (environ 25°C).

3.4. Elevage des stades préimaginaux

3.4.1. Nettoyage des œufs et mise en bac des œufs

≤ Objectifs Le nettoyage des œufs permet de diminuer le développement des microsporidies responsables de la forte mortalité des œufs et de stériliser la surface des œufs.

≤ Matériels - Appareil de filtration ou flacon à ouverture large - 1% d’eau de Javel (1millilitre d’eau de Javel dans 100millilitres d’eau) dans une bouteille de lavage - Pissette - Disque de papier filtre - Eau de source ≤ Méthode de travail

Sur le flacon, un disque de papier filtre est fixé en aménageant une dépression au centre. Décoller soigneusement du pondoir le papier filtre contenant les œufs. Au dessus du flacon, le papier filtre à œufs est maintenu incliné (sous forme de cornet). L’eau de Javel est versé lentement sur les œufs qui sont alors récoltés dans la dépression du papier filtre du flacon [Figure 16]. L’exposition à l’eau de Javel ne dépasse pas une minute. Après cela, les œufs sont rincés à l’eau de source [Figure 17] puis versés dans les bacs d’élevage pour l’incubation et l’éclosion.

Figure 16: Lavage des œufs à l'eau de Javel

Figure 17: Rinçage des œufs à l'eau de source

3.4.2. Incubation des œufs

Généralement, les œufs d’anophèles éclosent dès qu’ils sont mûrs, normalement 2 jours après qu’ils soient pondus. Ainsi, jusqu’à l’éclosion, une alimentation particulière leur est donnée.

≤ Matériels - Bacs d’élevage en plastique ou émaillés - 2% p /v de levure de boulanger (2g de levure dans 100 millilitres d’eau) - Pissette à eau de lavage - Eau de gîte ou eau déminéralisée 28

≤ Méthode de travail

Mettre dans le bac d’élevage de l’eau de source couvrant juste et complètement le fond du bac. Le surplus d’eau est évité car cela pourrait entraîner la mortalité des larves. Ajouter une suspension de levure dans le bac d’élevage à une concentration finale de 0,02%. Par exemple, dans le bac, on ajoute 300millilitres d’eau et 3 millilitres d’une solution de levure à 2%. Bien mélanger pour avoir un milieu bien homogène car les larves néonates peuvent aussi se nourrir des petites particules de levure. Placer le bac d’élevage sur l’étagère de l’insectarium. Puis, maintenir soigneusement le papier filtre à œufs par le bord pour éviter de toucher les œufs; ensuite, rincer doucement le papier dans le bac à l’aide de la pissette à eau de source [Figure 18]. Vérifier que les œufs ne collent pas sur les doigts et surtout, il faut éviter de déplacer le bac d’élevage car cela peut favoriser une perturbation et laisser les œufs collés et séchés sur les parois du bac. Enfin, mettre une étiquette où figurent la date de la mise en bac, le lieu de collecte et l’état digestif des adultes d’origine. Veiller à ce que les œufs ne collent pas aux doigts pour éviter des transferts accidentels d’un bac à l’autre.

Figure 18: Mise en bac des œufs

3.4.3. Elevages des larves et nymphes

≤ Matériels - Biscuit de chat broyé - Pipette 29

- Flacon ≤ Méthode de travail

Dés le deuxième jour de la mise en eau, mettre une pincée de biscuit de chat broyé dans chaque bac pour nourrir les larves L2, L3 et L4 c'est-à-dire qu’elles sont nourries avec une poudre riche en protéines et en substances minérales. Au bout de quelques jours, les larves du stade IV subissent des mues nymphales et se transforment en nymphes. Par l’intermédiaire d’une pipette, les nymphes sont récoltées dans du flacon à eau de gîte [Figure 19] et sont transférés dans la cage d’élevage pour l’émergence. Des nymphes se transforment en adultes après un à deux jours de leur mise en cage et l’on obtient des imagos constituant la génération F1.

Figure 19: Collecte des nymphes

4. Tests de sensibilité des anophèles adultes aux insecticides

Le test de sensibilité est l’exposition des moustiques aux papiers imprégnés d’insecticide, à une concentration donnée pendant un temps déterminé. [RATOVONJATO J. ; 2008 ; p.3] C’est une méthode fondamentale permettant de déterminer la sensibilité de base ou le suivi de la résistance au sein d’une population naturelle. Différentes méthodes peuvent être utilisées pour le contrôle des vecteurs du paludisme : - la lutte anti larvaire - la lutte contre les moustiques adultes La lutte chimique utilisant des insecticides représente l’une des composantes de la lutte anti vectorielle. 30

Les insecticides sont des substances actives ou préparations susceptibles de tuer les insectes adultes, leurs larves et leurs œufs. Ils appartiennent au groupe des pesticides. [CARNEVALE P. et ROBERTV. ; 2009 ; p.236] Dans la lutte contre le paludisme, la lutte chimique représente la principale composante de la lutte anti vectorielle. Les insecticides les plus utilisées contre les vecteurs du paludisme sont groupés en quatre familles: les organochlorés, organophosphorés, carbamates, pyréthrionoïdes. Ainsi, les tests de sensibilité sont effectués pour le choix des insecticides à utiliser dans la lutte anti vectorielle ou pour contrôler de temps à autre la sensibilité des moustiques aux insecticides employés pour garder l’efficacité de la lutte.

4.1. Matériels

° Le kit de sensibilité OMS comporte les items suivant : - 2 aspirateurs à bouche nécessaire pour transférer les moustiques de la cage au tube OMS (ou éprouvette en plastique). On peut également introduire les moustiques dans les tubes OMS à l’aide de tubes à hémolyse - Des tubes OMS ou éprouvettes Il s’agit de tubes cylindriques en plastique transparents avec un bout libre et un bout fermé à l’aide d’un tamis [Figure20]

Figure 20: Bout à tamis

Parmi les tubes OMS, il y a: 4 tubes marqués d’un point rouge qui sont appelés tubes d’exposition car ils servent à mettre les moustiques en contact avec l’insecticide, 4 tubes marqués d’un point vert qui sont les tubes d’observation pour l’observation après les 31 expositions et 4 autres tubes marqués d’un point vert pour les témoins et qui servent de contrôle au test. - 6 plaques coulissantes munies d’un vis de chaque côté et d’un trou de remplissage. [Figure21]

Ces plaques vont fixer sur les deux côtés les bouts libres de deux tubes OMS tel que le tube d’exposition sur la face à bande rouge et le tube d’observation du côté de la plaque à bande verte.

Figure 21: Trois plaques coulissantes

- Des pinces à ressort ou bagues qui servent à maintenir les papiers sur les parois des éprouvettes. Il y a des bagues en acier usées pour fixer les papiers des tubes d’observation tests et témoins. Des bagues en cuivre utilisées pour fixer les papiers imprégnés d’insecticide des tubes d’exposition. - Des papiers imprégnés d’insecticide pour les tests et des papiers contrôle imprégnés d’huile pour les témoins. - Des feuilles de papiers de probabilité log pour le traçage des résultats (KD). ° Des feuilles de papiers propre de dimension 12cm*15cm pour tapisser les éprouvettes d’observation. ° Sucre: on utilise du jus sucré de 5% à 10% pour nourrir les moustiques après exposition. ° Des gants jetables ° Une montre ou un chronomètre 32

° Des pinces entomologiques ° Du coton hydrophile ° Des papiers essuie tout ° Des fiches d’instructions et des formulaires pour enregistrer les résultats des tests

Conditions du test Les tests doivent être effectués dans des conditions de laboratoire, à une température d’environ 25° (+/-2°C) et d’humidité relative 70% à 80%.

4.2. Test de sensibilité proprement dit

° Insérer un à un dans chaque tube d’observation test et témoin des morceaux de papiers vierge propres enroulés en cylindre tapissant les parois du tube; puis, les maintenir à l’aide des bagues en acier. ° Ensuite, fixer chaque tube d’observation aux plaques coulissantes [Figure22] sur la face à bande verte en alignant l’ouverture supérieure de la plaque au tube.

Il est recommandé d’utiliser 20 à 25 moustiques dans chaque tube.

Figure 22: Tube d'observation fixé à la plaque coulissante

° Enfin, placer en position inclinée les tubes d’observation et y transférer une à une les anophèles à travers la petite ouverture [Figure 23 et 24] et pousser le levier de chaque plaque pour fermer les tubes. Laisser les moustiques se reposer pendant 1heure afin 33 d’enlever les spécimens endommagés. Maintenir verticalement les tubes d’observation.

Bagues

Tubes à hémolyse à moustiques

Figure 23: Tubes inclinés pour transférer les moustiques

Figure 24: Introduction des moustiques dans le tube d'observation

° Pendant cette période d’attente :

- Insérer dans chaque tube d’exposition une feuille de papier imprégnée d’insecticide. Mettre des gants de protection puis enrouler en cylindre le papier imprégné d’insecticide pour tapisser les parois du tube. - Insérer le papier contrôle imprégné d’huile dans le tube d’exposition témoin. Fixer les papiers imprégnés d’insecticides par des bagues en cuivre et les papiers contrôles par des bagues en acier. ° Après une heure de repos, enlever et remplacer les insectes endommagés ou faibles. ° Insérer les tubes d’exposition dans les bouts à vis de plaques du côté à bande rouge [Figure 25].

Tube d’exposition

Plaque coulissante

Tube d’observation

Figure 25: Tube d'exposition et tube d'observation liés à la plaque coulissante

° Tirer le levier des plaques pour aligner son ouverture avec celle des tubes d’exposition et des tubes d’observation. ° Souffler doucement les moustiques du tube d’observation vers le tube d’exposition [Figure 26]; puis, refermer la plaque pour mettre les moustiques en contact avec l’insecticide pendant 60minutes. 35

Figure 26: Transfère des anophèles du tube d'observation vers le tube d'exposition

° Détacher les tubes d’observation et placer les tubes en position verticale.

Deux cas sont à considérer:

⇒ Si l’insecticide utilisé appartient à la famille des pyréthrionoïdes: on fait la lecture ou le comptage des individus évanouis (Knock down) toutes les 5 minutes ou 10 minutes ou 20 minutes suivant le formulaire d’enregistrement. ⇒ Si l’insecticide utilisé appartient à la famille des organophosphorés: on ne compte les knocked down qu’à la fin de l’exposition c'est-à-dire après soixante minutes. Les comptages sont effectués en même temps dans les tubes tests et témoin. ° A la fin de la période d’exposition, transférer de nouveau les moustiques dans les tubes d’observation c’est à dire de manière inverse qu’avant. Retirer le papier contrôle, remettre les gants et ôter également les papiers imprégnés d’insecticides. ° Mettre sur chaque tube un morceau de coton imbibé de jus sucré de 5% à 10% pour nourrir les anophèles [Figure 27]. Placer les tubes contenant les moustiques dans l’insectarium pour l’observation. Eviter tout choc au contact des tubes pouvant entraîner une perturbation ou même la mort de certains moustiques indépendamment du test. ° La température et l’humidité relative sont enregistrées pendant le test et pendant la période d’observation. 36

° Après 24heures d’observation, les moustiques vivants et les moustiques morts sont comptés. Les résultats sont enregistrés dans le formulaire de test et le pourcentage de la mortalité est calculé dans les deux cas. Habituellement les moustiques perdent une ou deux pattes sans nécessairement mourir lorsqu’ils sont exposés à de fortes concentrations de pyréthrionoïdes. Ainsi, il est recommandé que tout moustique qui peut voler après les 24heures d’observation soit compté comme vivant, indépendamment du nombre de pattes manquantes. [WHO; 2013; p.7]

Figure 27: Mise en observation à l'insectarium

4.3. Conditions de validation du test

Suivant le taux ou pourcentage de mortalité en témoin, le test peut être valide ou non.

⇒ Lorsque le pourcentage de mortalité en témoin est inférieur à 5%: le test est valide et on n’effectue pas de correction. ⇒ Lorsque le pourcentage de mortalité en témoin est supérieur à 20%: le test est invalide ⇒ Lorsque le pourcentage de mortalité en témoin est compris entre 5% et 20%: on doit procéder à des corrections.

La correction du taux de mortalité du test se fait suivant la formule d’Abbott:

% é é % é é é é x 100 % é é

4.4. Interprétations des mortalités

De nouveaux critères de classification des résistances aux insecticides ont été mis au point par l’OMS en Octobre 2011 tels que: ⇒ Lorsque la mortalité du test trouvée est supérieure ou égale à 98%: on a une population sensible. ⇒ Lorsque la mortalité est comprise entre 90% et 98%: on a une population avec possibilité de résistance; ainsi, on doit confirmer. ⇒ Lorsque la mortalité est inférieure à 90%: on est en présence d’une population résistante.

CHAPITRE III

RESULTATS, DISCUSSIONS ET CONCLUSION

1. Enquêtes entomologiques dans les districts de Boriziny et d’Ambanja 1.1. District de BORIZINY

1.1.1. Composition de la faune anophèlienne dans le site Tableau 1: Inventaire des anophèles capturés à BORIZINY

Espèces capturées Nombre total %

An.gambiae sl 41 11,23

An.funestus 145 39,73

An.coustani 26 7,12

An.pauliani 135 36,99

An.pharoensis 2 0,55

An.squamosus 16 4,38

Total 365 100,00

Dans le fokontany de Tsarahasina, district de Boriziny, on a capturé 365 moustiques du genre Anopheles. An.gambiae sl, An.funestus, An.coustani, An.pauliani, An.pharoensis et An.squamosus étaient les espèces rencontrées. Les espèces vectrices du paludisme étaient An.gambiae sl avec un taux de 11,23% et An.funestus avec 39,73%.

1.1.2. Capture matinale de la faune endophile

La capture matinale par pyréthrage a été effectuée dans dix maisons, du 22 au 24 Mars 2013. Les moustiques capturés sont représentés dans le tableau 2 ci-après.

Tableau 2: Moustiques capturés dans dix maisons à BORIZINY

Espèces capturées Nombre capturé Non gorgé Gorgé Semi-gravide Gravide An.gambiae sl 4 1 3 0 0 An.funestus 55 5 24 10 16 sous total 59 Culicinés 7

Total 66

66 femelles de moustiques ont été collectées dont 59 anophèles appartenant à la sous famille d’Anophelinae et 7 moustiques appartenant à la sous famille des Culicinae. An.gambiae sl et An.funestus étaient les seuls anophèles et les seules espèces vectrices trouvés dans les maisons. An.funestus prédominait en nombre par rapport à An.gambiae sl. La capture matinale des moustiques au repos à l’intérieur des maisons permet d’estimer la Densité moyenne de moustiques Par Chambre ou DPC. Ainsi, la densité d’An.gambiae sl par chambre était très faible (DPC = 0,4) tandis que celle d’An.funestus était relativement élevée (DPC = 5,5). [Tableau 2] Pour An.gambiae sl, seules des femelles gorgées et non gorgées étaient trouvées au repos dans les maisons alors que pour An.funestus, les quatre états physiologiques (non gorgé, gorgé, semi-gravide, gravide) y étaient observés.

1.1.3. Capture de la faune exophile

Différents types de gîtes de repos extérieurs ont été prospectés dans le fokontany de Tsarahasina: maisons abandonnées, sous vérandas, débarras, trous de bananiers, trous des briques. Les moustiques capturés dans ces gîtes extérieurs sont représentés dans le tableau ci-dessous Tableau 3: Les moustiques capturés dans les gîtes extérieurs de Tsarahasina

Espèces capturées Nombre de capture Non gorgé Gorgé Semi-gravide Gravide An.gambiae sl 8 0 7 0 1 An.funestus 25 0 13 1 11 An.pauliani 2 sous total 35 Culicinés 4 Total 39 40

Outre An.gambiae sl et An.funestus, An.pauliani a été le troisième anophèle identifié dans ce site. An.funestus représentait la plus importante des trois espèces.

1.1.4. Capture de la faune agressive Deux chasses de nuit ont été effectuées dans le fokontany de Tsarahasina, dans le district de BORIZINY. Au cours de chaque chasse de nuit, 6 captureurs ont travaillé à l’intérieur des maisons et 6 autres à l’extérieur, soit au total 12 hommes à l’intérieur et 12 autres à l’extérieur.

Les résultats de ces captures sont compilés dans le tableau 4. 41

Tableau 4: Résultats des chasses de nuit à l'intérieur et à l’extérieur des maisons dans le district de BORIZINY le 23 au 24 Mars 2013

Heures de capture Espèces capturées à l’intérieur Total 18-19 19-20 20-21 21-22 22-23 23-24 0-1 1-2 2-3 3-4 4-5 5-6 An.gambiae sl 1 0 0 0 0 0 0 1 2 0 0 0 4 An.funestus 2 4 9 4 1 1 1 3 2 5 5 0 37

An.coustani 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0

An.pauliani 0 0 0 0 0 2 0 0 0 2 2 0 6

An.pharoensis 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0

An.squamosus 0 0 0 0 0 0 0 0 0 1 0 0 1

Mansonia sp 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0

Culex sp 1 1 2 1 1 3 1 2 0 0 0 0 12

Heures de capture Espèces capturées à l’extérieur Total 18-19 19-20 20-21 21-22 22-23 23-24 0-1 1-2 2-3 3-4 4-5 5-6

An.gambiae sl 7 5 2 5 2 2 1 0 1 0 0 0 25

An.funestus 0 0 0 2 1 2 6 3 3 5 3 3 28

An.coustani 0 8 5 3 1 2 0 1 2 1 3 0 26

An.pauliani 0 4 9 26 4 11 11 24 14 3 13 8 127

An.pharoensis 1 0 0 0 0 1 0 0 0 0 0 0 2

An.squamosus 1 3 2 6 1 0 0 0 0 0 1 1 15

Mansonia sp 1 0 0 0 0 0 1 0 0 0 0 0 2

Culex sp 3 17 24 29 10 10 15 5 3 5 0 1 122 42

A l’intérieur des maisons, on a capturé 4 An.gambiae sl, 37 An.funestus, 6 An.pauliani et 1 An.squamosus. A l’extérieur des maisons, on a capturé au total 25 An.gambiae sl, 28 An.funestus, 26 An.coustani, 127 An.pauliani, 2 An.pharoensis et 15 An.squamosus. Outre ces Anophelinés, des Culicinés ont été aussi capturés. Ce sont Mansonia sp et Culex sp. A partir de ces captures, des paramètres entomologiques ont été déterminés: les densités agressives des anophèles, les taux d’endophagie, les cycles d’agressivité des espèces.

∑ Densités agressives ou nombre de piqûres par homme par nuit

Pour avoir la densité agressive ou le nombre de piqûres effectuées par une espèce d’anophèle par homme par nuit, on a employé la formule suivante:

Pour tous les Anophelinés, les densités agressives (Nb piq /H/N) à l’intérieur et à l’extérieur des maisons ont été calculées. Elles sont présentées dans le tableau 5 ci-après.

Tableau 5: Densités agressives des anophèles capturés dans le district de BORIZINY

Intérieur Extérieur

Espèces Nombre Nb piq./N/H/N Nombre Nb piq./N/H/N

An.gambiae sl 4 0,3 25 2,1

An.funestus 37 3,1 28 2,3

An.coustani 0 0 26 2,2

An.pauliani 6 0,5 127 10,6

An.pharoensis 0 0 2 0,2

An.squamosus 1 0,1 15 1,3

A l’intérieur des maisons, An.funestus a été le plus agressif avec 3,1 piqûres par homme par nuit tandis qu’à l’extérieur, c’est plutôt An.pauliani qui l’était avec 10,6 piqûres par homme par nuit. [Tableau 5] 43

Concernant les deux vecteurs du paludisme, la densité agressive d’An.funestus a été supérieure à celle d’An.gambiae sl, aussi bien à l’intérieur qu’à l’extérieur des maisons (respectivement 3,1 contre 0,3 à l’intérieur et 2,3 contre 2,1 à l’extérieur).

∑ Taux d’endophagie des espèces d’anophèles

Le taux d’endophagie d’une population d’anophèle est la proportion des femelles de cette population qui pique à l’intérieur des maisons par rapport au nombre total capturé à l’intérieur et à l’extérieur pendant les chasses nocturnes. Le taux d’endophagie d’An.coustani et d’An.pharoensis était nul indiquant que les deux espèces étaient totalement exophages. An.funestus était l’espèce la plus endophage avec un taux de 56,9% suivi d’An.gambiae sl dont le taux d’endophagie était de 13,8%. [Tableau 6] Tableau 6 : Taux d’endophagie des anophèles capturés dans le district de BORIZINY

Nombre Nombre Taux Espèces capturé à capturé à d’endophagie l’intérieur l’extérieur (%)

An.gambiae sl 4 25 13,8

An.funestus 37 28 56,9

An.coustani 0 26 0,0

An.pauliani 6 127 4,5

An.pharoensis 0 2 0,0

An.squamosus 1 15 6,3

∑ Cycles d’agressivité des trois vecteurs du paludisme

Les deux figures suivantes nous montrent l’agressivité des deux espèces vectrices du paludisme, An.gambiae sl et An.funestus, à l’intérieur et à l’extérieur des maisons. 44

Nombre de An.gambiae sl 8 moustiques capturés 7 6 5 4 Intérieur 3 Extérieur 2 1

heures de capture

Figure 28 : Cycles d’agressivité d’An.gambiae sl dans le district de BORIZINY

An.funestus Nombre de 10 moustiques 9 capturés 8 7 6 5 Intérieur 4 Extérieur 3 2 1 0

heures de capture

Figure 29 : Cycles d’agressivité d’An.funestus dans le district de BORIZINY • An.gambiae sl A l’intérieur des maisons, l’activité de piqûre d’An.gambiae sl commençait autour de 18heure du soir avec un pic d’agressivité entre 2heure et 3heure du matin. A l’extérieur, l’espèce était très agressive dès le début de la soirée, entre 18heure et 19heure. Cette agressivité a diminué et montrait encore un pic relativement élevé entre 21heure et 22heure. [Figure 28] • An.funestus L’agressivité d’An.funestus commençait tôt, vers 18heure du soir, à l’intérieur des maisons par rapport à l’extérieur. Deux pics d’agressivité ont été notés pendant les captures à l’intérieur: un premier pic important qui se trouvait entre 20heure et 21heure du soir et le 45 second entre 3heure et 5heure du matin. A l’extérieur, 3 pics ont été remarqués mais les plus importants se passaient entre 0heure-1heure et entre 3heure-4heure. [Figure 29]

1.1. District d’AMBANJA

1.2.1. Composition de la faune anophèlienne dans le site

Tableau 7: Inventaire des anophèles capturés à AMBANJA

Espèces capturées Nombre total % An.gambiae sl 2 3,57 An.funestus 5 8,93 An.mascarensis 3 5,36 An.coustani 11 19,64 An.pauliani 22 39,29 An.squamosus 10 17,86 An.pharoensis 3 5,36 Total 56 100,00

Sept espèces d’anophèles ont été identifiées à Ambanja: An.gambiae sl, An.funestus, An.mascarensis, An.coustani, An.pauliani, An.squamosus et An.pharoensis. Les trois premières espèces citées ci-dessus sont vectrices de paludisme dont leurs proportions sont moins importantes par rapport aux autres espèces.

1.2.2. Capture matinale de la faune endophile

Comme nous avons vu ci-dessus, le pyrethrage se déroule dans dix maisons; mais cette fois- ci, on a enregistré 34 dormeurs dans l’ensemble de ces cases dont 6 enfants moins de cinq ans et 28 plus de cinq ans. Parmi ces maisons visitées, six sont pourvues de moustiquaires imprégnées d’insecticide du type permanet.

Tableau 8: Moustiques capturés dans dix maisons à AMBANJA

Espèces Nombre de capture Non gorgé Gorgé Semi-gravide Gravide

An.gambiae sl 0 0 0 0 0

An.funestus 1 0 1 0 0

Total 1

Un seul anophèle An.funestus était aperçu dans les habitations lors du pyrethrage à Ambodimanga Ramena.

1.2.3. Capture de la faune exophile

Moustiques capturés dans les gîtes extérieurs dans le district d’AMBANJA, du 26 au 28 Mars 2013

Tableau 9: Les moustiques capturés dans les gîtes extérieur d’Ambodimanga Ramena

Espèces Nombre de capture Non gorgé Gorgé Semi-gravide Gravide An.gambiae sl 0 0 0 0 0 An.funestus 1 0 1 0 0 Sous total 1 Culicinés 1

Total 2

Un seul anophèle vecteur du genre An.funestus et un Culiciné étaient rencontré à Ambodimanga Ramena. On peut dire que les moustiques sont rares dans ce site.

1.2.4. Capture de la faune agressive

Les deux dernières chasses de nuit ont été réalisées le 26 au 27 Mars 2013 dans le district d’AMBANJA, fokontany d’Ambodimanga Ramena. Pour trouver le nombre de piqure par homme par nuit, on a utilisé la même formule que ceux vu précédemment dans le district de Boriziny. Et pendant ces deux chasses de nuit, on a employé le même nombre de captureurs que ceux dans ce district même. Voici les résultats de ces captures: 47

Tableau 10: Résultats des chasses de nuit à l'intérieur et à l’extérieur des maisons dans le district d'AMBANJA

Heures de capture Espèces capturées à l’intérieur Total 18-19 19-20 20-21 21-22 22-23 23-24 0-1 1-2 2-3 3-4 4-5 5-6 An.gambiae sl 0 0 0 0 0 0 0 0 0 1 0 0 1 An.funestus 0 0 1 0 0 0 0 0 0 0 0 0 1

An.mascarensis 0 0 0 0 0 0 0 1 0 0 0 0 1 An.coustani 0 0 0 0 1 0 1 1 1 2 0 0 6 An.pauliani 0 0 0 0 1 0 0 1 0 2 2 1 7 An.squamosus 0 0 0 0 0 1 0 0 0 0 0 0 1

Mansonia sp 1 0 1 1 2 0 0 1 0 0 0 0 6 Culex sp 1 2 12 4 5 6 11 6 5 9 9 9 79

Heures de capture Espèces capturées à l’extérieur Total 18-19 19-20 20-21 21-22 22-23 23-24 0-1 1-2 2-3 3-4 4-5 5-6 An.gambiae sl 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 1 1 An.funestus 0 0 0 0 0 0 1 1 0 0 0 0 2 An mascarensis 0 0 0 0 0 0 2 0 0 0 0 0 2 An.coustani 0 1 0 0 0 0 0 2 1 0 1 0 5 An.pauliani 1 0 1 1 2 1 1 0 0 3 4 1 15 An.pharoensis 0 0 0 0 0 0 0 1 0 1 1 0 3 An.squamosus 0 0 1 1 1 2 1 0 0 1 2 0 9 Aedes albopictus 0 0 0 0 1 0 0 0 0 0 0 0 1 Mansonia sp 1 0 0 1 1 0 0 0 0 0 0 0 3 Culex sp 6 13 17 19 20 17 12 13 14 21 18 22 192 48

A l’intérieur des maisons, on a collecté 1 An.gambiae sl, 1 An.funestus, 1 An.mascarensis, 6 An.coustani, 7 An.pauliani et 1 An.squamosus. A l’extérieur des maisons, on a capturé 1 An.gambiae sl, 2 An.funestus, 2 An.mascarensis, 5 An.coustani, 15 An.pauliani, 3 An.pharoensis et 9 An.squamosus. D’autres moustiques appartenant à la sous famille des Culicinae existaient également dans ce district : Aedes albopictus, Mansonia sp et Culex sp

∑ Densités agressives ou nombre de piqûres par homme par nuit

Pour avoir la densité agressive, on a utilisé la même formule que celle dans le district de Boriziny. Les densités agressives à l’intérieur et à l’extérieur des maisons (Nb piq/H/N) sont représentés dans tableau 11 suivant: Tableau 11: Densités agressive des Anophèles capturés dans le district d'AMBANJA

Intérieur Extérieur

Espèces Nombre Nb piq./N/H/N Nombre Nb piq./N/H/N

An .gambiae sl 1 0,1 1 0,1

An.funestus 1 0,1 2 0,2

An.mascarensis 1 0,1 2 0,2

An.coustani 6 0,5 5 0,4

An.pauliani 7 0,6 15 1,3

An.pharoensis 0 0,0 3 0,3

An.squamosus 1 0,1 9 0,8

A l’intérieur ainsi qu’à l’extérieur des maisons, An.pauliani était agressif avec les proportions respectives suivantes 0,6 et 1,3piqûres par homme par nuit. [Tableau 11]

Les trois vecteurs du paludisme, An.gambiae sl, An.funestus et An.mascarensis ne sont pas très agressives dans ce site. 49

∑ Taux d’endophagie des espèces d’anophèles

An.coustani était l’espèce la plus endophage avec un taux de 54,5% suivi d’An.gambiae sl avec un taux de 50%. Ensuite, An.funestus et An.mascarensis dont le taux d’endophagie était de 33,3%, puis, An.pauliani (31,8%) et An.squamosus (10%). Le taux d’endophagie d’An.pharoensis était nul, l’espèce était totalement exophage. Tableau 12: Taux d’endophagie des anophèles capturés dans le district d’AMBANJA Nombre Nombre Taux Espèces capturé à capturé à d’endophagie l’intérieur l’extérieur (%)

An .gambiae sl 1 1 50

An.funestus 1 2 33,3

An.mascarensis 1 2 33,3

An.coustani 6 5 54,5

An.pauliani 7 15 31,8

An.pharoensis 0 3 0,0

An.squamosus 1 9 10

∑ Cycles d’agressivité des trois vecteurs du paludisme

Les trois figures suivantes nous montrent l’agressivité des trois espèces vectrices du paludisme, An.gambiae sl, An.funestus et An.mascarensis à l’intérieur et à l’extérieur des maisons.

An.gambiae sl Nombres de 4 moustiques 3,5 capturé 3 2,5 2 Intérieur 1,5 Extérieur 1 0,5 0

heures de capture

Figure 30: Cycles d'agressivité d'An.gambiae sl dans le district d'AMBANJA 50

Nombres de An.funestus 3 moustiques capturé 2,5

1,5 Intérieur

1 Extérieur

0,5

heures de capture

Figure 31: Cycles d'agressivité d'An.funestus dans le district d'AMBANJA

An.mascarensis Nombres de 4 moustiques 3,5 capturé 3

2,5

2 Intérieur

1,5 Extérieur

0,5

heures de capture

Figure 32 : Cycles d’agressivités d’An.mascarensis dans le district d'AMBANJA

• An.gambiae sl A l’intérieur des maisons, l’An.gambiae sl présentait un seul pic, elle est agressive entre 3heure et 4heure du matin. Tandis qu’à l’extérieur, son agressivité commence dès le début de la journée vers 5heure à 6heure du matin. [Figure 30] • An.funestus A l’intérieur, l’espèce était agressive vers 20heure à 21heure du soir. A l’extérieur des maisons, l’activité de piqûre d’An.funestus montre un seul pic d’agressivité qui commençait autour de 23heure et restait constante jusqu’à 3heure du matin. [Figure 31] • An.mascarensis L’agressivité de l’espèce se passait dans la soirée à l’intérieur qu’à l’extérieur. A l’intérieur des maisons, elle est agressive vers minuit à 1heure du matin et à l’extérieur, de 1heure à 2heure du matin. [Figure 32]

1.3. Discussions et conclusions

De ces enquêtes, il en ressort que dans les deux sites visités, on a signalé des espèces vectrices du paludisme. A PORT BERGE, deux vecteurs du paludisme, An.gambiae sl et An.funestus, étaient présents (Tsarahasina).On a constaté qu’au cours des diverses activités, An.funestus était l’espèce prédominante (39,73%) par rapport à l’An.gambiae sl (11,23%). Durant la capture matinale de la faune endophile, on a capturé 4 An.gambiae sl dont 1anophèle à jeun et 3 gorgées. 55 An.funestus ont été collecté avec 24 anophèles gorgées, 10 semi-gravides et 16 gravides. Par ailleurs, ces anophèles nourries sont peut être en repos pour effectuer leur cycle gonotrophique. De plus, GRJEBINE (1966) affirme qu’à Madagascar l’espèce An.funestus présente une importante zoophilie lorsque les humains sont en présence de bovidés. Or, dans les gîtes extérieurs, on a prélevé 8 An.gambiae sl dont 1 individu à jeun et 7 gorgées. 25 An.funestus y étaient également capturé avec 13 anophèles gorgées et 1 semi-gravide. Ces derniers sont probablement sortis des maisons pour terminer leur cycle gonotrophique à l’extérieur. Enfin, An.funestus était agressive à l’intérieur des maisons tandis qu’An.gambiae sl à l’extérieur des maisons. Dans le district d’AMBANJA, les trois espèces vectrices du paludisme récoltées étaient An.gambiae sl (3,57%), An.funestus(8,93) et An.mascarensis (5,36%). Le nombre des 52 anophèles capturés était très faible dans ce site. D’où, le pourcentage d’endophagie n’est pas statistiquement valable.

2. Elevage des adultes d’anophèles

2.1. Résultats de l’élevage des adultes d’Anopheles gambiae sl

Des femelles gravides d’An.gambiae sl capturées dans des étables d’Ankatso/ANTANANARIVO ont été mises à pondre à l’insectarium du PNLP d’Androhibe. Les œufs issus de ces moustiques étaient élevés afin d’avoir des jeunes femelles de 2 à 5 jours non nourries de sang pour des tests de sensibilité. ° Les premiers œufs ont été pondus 4 à 5 jours après la capture et la mise en insectarium des femelles. ° Dès le nettoyage des œufs et la mise en eau, la majorité des œufs ont déjà éclos et le reste dans les vingt-quatre à quarante-huit heures qui suivaient. ° Cette éclosion marquait le début du stade larvaire constitué par les larves de premier

stade ou L1.

° Quatre à cinq jours après la mise en bac, les larves L1 arrivaient au stade II. Un à deux

jours après, les larves L2 quittaient ce stade et devenaient des larves L3. Sept jours après la mise en bac, on obtenait des larves du stade III.

° Deux à trois jours après, les larves L3 atteignaient le stade IV.

° Après un à deux jours, les larves L4 donnaient naissance à des nymphes.

° Les adultes de la première génération ou F1 émergeaient des nymphes après un à deux jours. Depuis la mise en bac des œufs jusqu'à l’obtention des adultes, il faut environ onze à dix-huit jours.

2.2. Discussions et conclusions

La durée de développement des moustiques adultes, de l’œuf à l’adulte varie suivant les conditions du milieu. La durée du stade aquatique dépend étroitement de la température. Au cours de l’élevage, on a constaté qu’on obtient des descendants F1 au bout de onze à dix huit jours. 53

Mais, la faible productivité de l’élevage en laboratoire est essentiellement due à un faible taux d’éclosion des œufs, à un taux de survie peu élève des femelles et à une production relativement importante des mâles [DIOP A. et al ; 1998 ; p.4]. L’élevage des moustiques se révèle être un instrument d’investigation en entomologie médical, en même temps qu’un auxiliaire précieux dans l’enseignement de cette discipline [HERVY J.P et COOSEMANS ; 1979 ; p.14]. En effet, l’élevage des anophèles, comme la dissection et les autres manipulations, constitue une activité ou démonstration utilisable à l’illustration de l’enseignement. L’élevage est essentiel pour avoir les jeunes femelles âgées de 2 à 5 jours nécessaires aux tests de sensibilité aux insecticides et aux tests pour l’évaluation de l’efficacité des insecticides sur des surfaces traitées.

3. Tests de sensibilité de moustiques adultes aux insecticides

Les tests ont été effectués avec des femelles de 4 à 5 jours issues d’élevage des moustiques capturés à Ankatso/ANTANANARIVO et avec des femelles capturées dans des étables du même site.

3.1. Résultats des tests de sensibilité du 09 et 11 Avril 2013 à la Deltamethrine 0,05%

L’insecticide testé est la Deltamethrine avec une concentration de 0,05%. Cet insecticide appartient à la famille des pyrethrinoïdes. La date d’imprégnation était en Février 2012 et la date d’expiration en Février 2013.

3.1.1. Détermination du taux de mortalité

Le test de sensibilité le 09 Avril 2013 a été effectué au laboratoire avec des femelles du genre Anopheles gambiae sl gorgées de sang capturées sur terrain. Les conditions du test sont les suivantes : Tableau 13: Températures et humidités relative enregistrées au cours du test à la deltamethrine

Température humidité relative

T° min T° max HR min HR max Période d'exposition 26°7 27°2 49,50% 57,70% Période d'attente 26°5 27°4 60,30% 71,70%

Le résultat du test est rapporté dans le tableau 14: le taux de mortalité des témoins enregistré était nul. Le test est valide et on n’a pas besoin de correction. Tableau 14: Nombre de moustiques morts et vivants et taux de mortalité après 24 heures d’observation

TUBES TEST Tube % Total % témoin T1 T2 T3 T4

Nombre de 25 100 25 25 25 25 100 100 moustiques

Morts 0 0 23 24 23 25 95 95

Vivants 25 100 2 1 2 0 5 5

Le taux de la mortalité observé (95%) sur les moustiques testés était compris entre 90% et 98%. Il était donc possible qu’il y ait une résistance de l’espèce testée à la deltaméthrine mais on devait confirmer si elle était vraiment résistante ou sensible.

⇒ Test de confirmation du résultat

Le test du 11 Avril 2013 a été réalisé pour confirmer la résistance ou la sensibilité d’An.gambiae sl du site d’Ankatso.

Tableau 15: Température et humidité relative enregistrés au cours du test de confirmation à la deltamethrine

Température humidité relative

T° min T° max HR min HR max

Période d'exposition 26°6 26°8 61,30% 62,70%

Période d'attente 26°1 26°7 67,30% 68,10%

125 femelles de terrain d’An.gambiae sl ont été utilisées: 25 en témoin et 100 testées. 55

Tableau 16: Taux de mortalité des moustiques sauvage après 24heures

TUBES TEST Témoin % Total % T1 T2 T3 T4

Nombre de 25 100 25 25 25 25 100 100 moustiques

Morts 2 8 25 25 25 25 100 100

Vivants 23 92 0 0 0 0 0 0

Le taux de mortalité observé pour le test était de 100% et celui en témoin de 8% [Tableau 16]. Après la correction du résultat par la formule d’Abbott, le taux de mortalité corrigé était de 100%. → En conclusion, An.gambiae sl d’Ankatso était sensible à la deltaméthrine.

Parallèlement, 33 jeunes femelles d’An.gambiae sl de 2 à 5 jours issues de notre élevage ont été soumises au test de sensibilité à la deltamethrine: huit (8) étaient en témoin et vingt-cinq (25) testés. Le nombre testé n’était pas conforme au protocole de test mais le résultat pouvait donner quelque indication.

Le résultat de ce test est rapporté dans le tableau 17 ci-après.

Tableau 17: Taux de mortalité des jeunes femelles (F1) après 24heures

Témoin % Tube test %

Nombre de moustiques 8 100 25 100

Morts après 24 h 0 0 25 100

Vivants 8 100 0 0

Après vingt-quatre heures, le taux de mortalité enregistré pour le test était de 100% et celui en témoin de 0%.

3.1.2. Evaluation de l’effet Knock down de la deltamethrine

Les résultats des effets Knock down (KD) de la deltamethrine 0,05% sur An.gambiae sl d’Ankatso/ANTANANARIVO sont présentés sur du papier de probabilité log pour les trois tests [Figure 32]. Les pourcentages de KD sont portés en ordonnée et les temps d’exposition en abscisse. Ils sont aussi compilés dans les tableaux 22, 23, 24 en annexes 1, 2 et3.

A: représente le tracé des KD sur la souche de terrain, résultat qui était à confirmer

B: le tracé des KD sur la souche de terrain du test de confirmation

C: le tracé des KD sur la souche F1 issue d’élevage

Les deux valeurs KD50 et KD95 ont été déterminées pour les trois souches. Ce sont les temps nécessaires pour assommer respectivement 50% et 95% des moustiques testés.

Tableau 18: Temps KD50 et KD95 pour An.gambiae sl testé à la Deltamethrine

Statut de sensibilité KD50 (mn) KD95 (mn)

A-Test sur souche de terrain Sensible 19’ 32’ (à confirmer) B- Test de confirmation- Sensible 21’ 36’ souche terrain

C- Test sur souche F1 « sensible » 22’ 42’

- Sur des souches sauvages d’An.gambiae sl : KD50 = 19 à 21 minutes KD95 = 32 à 36 minutes -Sur des jeunes femelles de 2 à 5 jours (F1) : KD50 = 22 minutes KD95 = 42 minutes 57

Figure 33: Représentation graphique des individus évanouis (KD) sur du papier de probabilité log 58

3.1. Résultat du test au Fenitrothion 1,0%

L’insecticide testé est le Fenitrothion avec une concentration de 1,0%. Ce dernier appartient à la famille d’insecticide de type organophosphoré. La date d’imprégnation des papiers était en Juillet 2012 et la date d’expiration en Juillet 2014. Les conditions du test sont les suivantes : Tableau 19: Températures et humidités relative enregistrées au cours du test au fenitrothion

Température humidité relative

T° min T° max HR min HR max Période d'exposition 26°2 27°1 71,80% 80,60% Période d'attente 25°7 27°7 71,30% 80,60% Les résultats du test de sensibilité effectué le 10 Avril 2013 avec des femelles sauvages d’An.gambiae sl gravide sont représentés dans le tableau 20 suivant.

Tableau 20: Résultat du test de sensibilité d’An.gambiae sl d’Ankatso au fénitrothion

TUBES TEST Témoin % Total % T1 T2 T3 T4 Nombre de 25 100 25 25 25 25 100 100 moustiques KD après 1h d’exposition 0 0 5 3 2 5 15 15 Morts après 24h 2 8 25 25 25 25 100 100

Vivants après 24h 23 92 0 0 0 0 0 0

Après vingt-quatre heures, le taux de mortalité dans le test était de 100% alors qu’en témoin ce taux était de 8%. Après la correction par la formule d’Abbott, la mortalité corrigée était 100%. → En conclusion, An.gambiae sl d’Ankatso était sensible au fenitrothion.

En ce qui concerne le taux de Knock down, après les soixante minutes d’exposition, 15% seulement des moustiques testés étaient assommés [Tableau 20]. Ce résultat indique que le fénitrothion a très peu d’effet Knock down sur les anophèles.

Tous les tests de sensibilité effectués sont récapitulés dans le tableau 21 suivant : 59

Tableau 21: Tableau récapitulatif des tests de sensibilité effectués sur les femelles d'An.gambiae sl capturées à Ankatso

Témoin Tests Dates KD Mortalité KD Mortalité Mortalité Souches testées Insecticides Statut de la sensibilité des tests Nb après 1 h après 24 h Nb après1 h après 24 h corrigée (%) (%) (%) (%) (%)

09/04/13 Souche de terrain Deltamethrine 0,05% 25 0 0 100 100 95 _ - Possibilité de résistance donc à confirmer 11/04/13 Souche de terrain Deltamethrine 0,05% 25 0 8 100 100 100 100 - Population sensible (confirmation)

ére 11/04/13 1 générationF1 Deltamethrine 0,05% 8 0 0 25 100 100 _ Population « sensible »

10/04/13 Souche de terrain Fenitrothion 1,0% 25 0 8 100 15 100 100 Population sensible

3.1.Discussion et conclusions

Les tests de sensibilité réalisés sur les moustiques femelles du genre Anopheles gambiae sl collectés à Ankatso fournissent des documents nécessaires à la lutte anti vectorielle. En effet, avant de choisir l’insecticide à utiliser ou de promouvoir d’autres produits de remplacement, il est indispensable de s’assurer de la sensibilité des vecteurs concernés aux produits envisagés. [KOFFI A.A. et al ; 1998, p.2]

Les tests effectués, d’une part à la deltamethrine 0,05% et d’autre part au fenitrothion 1,0%, sur les femelles d’An.gambiae sl collectés à Ankatso, ont indiqué la sensibilité de cette souche aux deux insecticides. Les deux insecticides étaient donc efficaces pour tuer An.gambiae sl dans la localité.

En outre, il est important de considérer l’effet Knock down (KD) des pyréthrinoïdes, ici la deltamethrine.

Les KD 50 et KD 95 correspondent aux temps utiles pour assommer 50% et 95% des moustiques testés et indiquent la rapidité d’action des insecticides de la famille des pyréthrinoïdes sur les cibles. Un allongement des temps KD 50 et KD 95 permettrait de détecter précocement une éventuelle résistance d’une espèce donnée à un pyréthrinoïde donné.

Avec le fenitrothion 1,0% de la famille des organophosphorés, on n’a eu que 15% de KD au bout des soixante minutes d’exposition. Ce résultat montre qu’il s’agit d’un insecticide à action lente sans effet Knock down.

On peut donc conclure qu’An.gambiae sl, vecteur du paludisme, collecté à Ankatso est sensible à la fois à la deltamethrine et au fenitrothion. Et ces résultats représentent des données de référence pour le choix d’insecticides avant de démarrer des opérations de lutte chimique contre les vecteurs du paludisme. 61

4. Intérêts scientifiques

Le présent mémoire constitue une initiation à la recherche scientifique et un document de base au niveau médical. D’abord l’entomologie médicale est une discipline scientifique indispensable pour l’étude des maladies transmises par des vecteurs. L’épidémiologie du paludisme dans le cas présent, est par définition, une discipline pluridisciplinaire incluant des sciences biologiques (zoologie, entomologie, écologie, parasitologie…) et des sciences humaines (sociologie, démographie, anthropologie…), sans oublier des sciences de l’environnement (climatologie, météorologie, spatialisation…). Ce travail s’adresse aux étudiants et aux chercheurs intéressés par l’épidémiologie des maladies transmissibles, ainsi qu’aux décideurs et aux agents de santé publique chargés de la prévention de ces maladies. Il constitue une référence actualisée sur les anophèles et la lutte anti vectorielle. L’un des buts des études entomologiques est en outre d’évaluer l’intensité et le rythme de la transmission du paludisme ou les risques de transmission dans une zone ou à une période donnée, puis d’élaborer des stratégies de lutte anti vectorielle. La lutte anti vectorielle est actuellement la première méthode de prévention collective.

Les enquêtes entomologiques permettent de répondre à certaines questions : - Quelles espèces d’anophèles piquent l’homme ou au contraire les animaux ? - Parmi celles qui piquent l’homme, lesquels sont vecteurs du paludisme ? - Le vecteur pique-t-il à l’intérieur ou à l’extérieur des maisons ? - A quel moment a-t-il son maximum d’activité ? - Quelles sont les variations saisonnières du nombre de moustiques qui piquent l’homme ? La réponse à ces questions fournit et engendre plusieurs paramètres importants qui orienteraient la lutte anti vectorielle car le fait de bien connaître la cible permet de mieux la combattre. En effet, son objectif épidémiologique dans la lutte anti vectorielle est de participer à la réduction de l’incidence du paludisme et de la mortalité qui lui est attribuable.

CHAPITRE V : INTERETS PEDAGOGIQUES

Le thème de ce mémoire de fin d’études se rapportant sur les captures, l’élevage et les tests de sensibilité des anophèles femelles vectrices du paludisme aux insecticides présente de nombreux liens à l’enseignement primaire et secondaire. Le paludisme est une maladie meurtrière qui mérite d’être éradiquée, elle touche beaucoup de pays dans le monde, notamment le continent africain. Tous les membres des communautés des pays impaludés devraient connaître les causes, les manifestations et les différentes préventions de cette maladie afin de réduire les complications et les décès qu’elle occasionne. Madagascar est l’un des pays où cette maladie sévit, il est très important que l’Etat procède d’une part à la sensibilisation des habitants sur les menaces de cette maladie et d’autre part à l’enseignement du paludisme dès les plus jeunes âges c'est-à-dire au niveau des enseignements de bases jusqu’aux classes secondaires. D’ailleurs, c’est un sujet international qui concerne les enfants, les jeunes et les adultes car ceci fait partie des problèmes sanitaires publiques les plus rencontrés dans la vie quotidienne et qui circulent au niveau des medias, des expositions et des campagnes médicales etc.….

Le paludisme est enseigné en classe de 9ème où les différents objectifs spécifiques sont proposés. Un des résultats attendus de l’enseignement du thème dans cette classe est que chaque élève peut reconnaître les symptômes du paludisme. L’enseignement peut également fournir aux élèves des informations leur permettant de prévenir efficacement la maladie. Dans cette classe, chaque élève doit être capable de prendre toute disposition pour éviter la propagation de la maladie. Par la suite, il pourra communiquer à son entourage (famille, amis…) les informations reçues en classe. Pour la transposition du document, l’enseignant emploie des méthodes plus simplifiées adaptées à l’âge des élèves. Il montre par exemple sur un schéma simplifié un anophèle femelle piquant un individu [Figure 1]. C’est à partir de ce schéma que commence la discussion pouvant inciter la participation active des élèves ainsi que leur ouverture sur d’autres horizons témoignant leur curiosité scientifique.

En classe de 8ème, les élèves continuent les leçons sur le paludisme mais avec beaucoup plus de détails. Les objectifs diffèrent très peu de ceux de la classe de 9ème ; en effet, à la fin du cours, chaque élève doit savoir décrire les symptômes et le mode de 63 transmission de la maladie. Il faut aussi montrer la gravité du paludisme ainsi que les règles d’hygiène à suivre.

Le présent mémoire fournit également des intérêts pédagogiques pour le Ministère de l’Enseignement car il peut servir de document de base pour l’enseignement. Pour cela, nous avons proposé une fiche pédagogique contenant des informations sur le paludisme qui sont conforme au niveau de la classe de 7ème. Discipline : CONNAISSANCE USUELLES Classe : 7ème Durée : 2 heures

Chapitre : Les maladies endémiques Date :

Sous chapitre : Le Paludisme

Timing Contenu Méthodes d’enseignement 15’ LE PALUDISME Questions - Réponses Pré requis I – Définition Le paludisme est une maladie parasitaire, fréquente dans les régions chaudes. Discussion - Dictée 15’ C’est une maladie provoquée et transmise par une piqûre d’un moustique femelle appelé Anophèle.

II – Symptômes de la maladie Un malade atteint du paludisme présente des maux de tête, de fortes fièvres avec une température très élevée (+ 40°C), des Questions - Réponses frissons, des transpirations abondantes, des courbatures et des 20’ manques d’appétit. A ces manifestations peuvent survenir des vomissements après le repas favorisant surtout l’affaiblissement du malade.

III – Etat de gravité du paludisme Si le malade ne consulte pas un médecin, son état s’aggrave. 15’ Les parasites détruisent les globules rouges du paludéen. Ils Kraft 64

favorisent par la suite l’anémie. Discussions L’anémie est une complication qui peut entraîner la mort en cas d’absence de traitement.

IV- Cycle simplifié de l’évolution du paludisme [Figure 8] Un moustique femelle pique une personne malade atteinte du paludisme et y tire le repas sanguin. 25’ Par la suite, le moustique pique une autre personne saine. Cette Kraft piqûre favorise l’injection du parasite chez le sujet sain. Questions – Réponses Ce dernier est devenu paludéen et lorsqu’un anophèle femelle vecteur le pique à nouveau, le cycle recommence.

V – Prévention - Débroussailler les jardins et les champs, sécher les eaux stagnantes, les étangs et toutes les flaques d’eau autour des maisons 20’ - Dormir sous des moustiquaires imprégnées d’insecticides Questions – réponses toutes les nuits. Discussions - Pulvériser par des insecticides à l’intérieur des maisons - Utiliser des serpentins et des répulsifs - Accepter l’aspersion intra-domiciliaire des insecticides

Evaluation 10’ Exercice Questions –réponses Discussions

Ainsi, le présent travail peut être mis en relation avec l’enseignement des classes primaires; mais, il peut aussi être utilisé dans les études des classes secondaires.

D’ailleurs en classe de cinquième, le paludisme fait partie d’une des disciplines en sciences naturelles où le contenu concerne l’agent causal de la maladie, le cycle de développement ainsi que la lutte contre le paludisme. La transposition didactique du thème de 65 ce mémoire avec les faits d’actualités démontrent l’importance de cette maladie à Madagascar.

En classe de seconde, les élèves apprennent l’écologie. C’est la science de l’habitat, une partie de la biologie qui étudie les rapports entre les êtres vivants avec le milieu naturel. Dans ce chapitre, l’enseignant doit mettre en relation les êtres vivants avec le milieu naturel qui les entoure. Pour cela , il doit procéder à une sortie écologique (dans la nature) au cours de laquelle les élèves sont aidés et guidés pour faire des études approfondies dans un lieu bien déterminé où l’on peut trouver deux milieux différents : aquatique et terrestre. Voici un exemple de guide fourni aux élèves avant la sortie écologique pour les orienter et les initier à l’étude pratique sur le terrain.

Guide pratique pour l’étude de deux milieux

Directives:

- Trouver un terrain ayant les deux milieux : aquatique et terrestre - délimiter le terrain à étudier - Faire le plan et l’orientation de ce lieu - Noter la date et les heures de la descente sur le terrain.

Matériels à emporter:

- Sacs en plastiques - Etiquettes - Ficelles - Petits flacons - Couteau - Alcool - Feuilles de papiers - Aspirateur à bouche à bricoler etc.…

FAUNE FLORE - Déterminer le nom des animaux - Déterminer le nom des végétaux observés. rencontrés. - Inventorier les espèces végétales rencontrées - Inventorier les animaux rencontrés en en fonction des groupes auxquels elles fonction des groupes auxquels ils appartiennent et déterminer leur abondance. appartiennent et déterminer leur abondance. - Déterminer la hauteur, la grandeur des - Observer leur mouvement leur espèces végétales. déplacement, leur nourriture, leur cycle de - Collecter quelques échantillons développement. - Prendre quelques échantillons à conserver - Déterminer les noms des animaux - Déterminer les noms des végétaux localisés rencontrés au bord de l’eau, dans et sur l’eau au bord, dans et sur l’eau puis donner leurs caractéristiques - Déterminer leur hauteur, leur grandeur ainsi - Apporter quelques échantillons si c’est que leurs caractéristiques. possible - Récolter des échantillons

En milieu terrestre, les élèves peuvent ainsi chercher et capturer des moustiques adultes au repos dans des abris. Ils vont les classer, décrire leurs mouvements, leurs déplacements, leurs nourritures ainsi que leur cycle de développement. Pour le développement des moustiques, ils peuvent se référer au cycle biologique des anophèles [Figure 1]. En milieu aquatique, Les élèves peuvent également collecter des œufs de moustiques, capturer des larves de moustiques. Ils vont en déduire leurs caractéristiques. A la fin des études sur le terrain, les élèves établissent d’une part une chaîne alimentaire. Et d’autre part, ils évoquent les interrelations entre les êtres vivants animaux et végétaux, c'est-à- dire les liens qui les unissent. C’est le cas des moustiques mâles qui se nourrissent de jus ou de nectar des plantes. Voici un exemple de chaîne alimentaire: Œufs Têtards Poisson Homme Les recherches sur terrain se terminent en classe par un petit exposé sur les résultats de terrain.

Dans cette même classe, les élèves étudient les facteurs écologiques où les insecticides font partie des agents polluants dans le sous chapitre pollution. Ainsi, il faut procéder à d’autres 67 mesures de lutte ou employer des produits inoffensifs qu’on a déjà mentionnés dans « la prévention contre le paludisme ».

En classe de première, le chapitre portant sur « l’Alimentation de l’Homme et des Animaux », dans la partie concernant les différents types de régimes alimentaires, les animaux qui se nourrissent d’insectes sont appelés: des insectivores et classés dans le régime zoophage. Le moustique femelle, objet de ce mémoire, est un insecte, proie de certains insectivores tels que les lézards…. Il est aussi parasite des animaux et de l’homme car il y prend son repas sanguin, il peut être zoophage ou anthropophage. Le moustique mâle a un régime différent de celui de la femelle, il est plutôt végétarien. On en déduit qu’il y a une corrélation entre ce mémoire et l’enseignement en classe de première.

Enfin, ce travail est d’une utilité non négligeable, en effet, la prévention contre le paludisme est indispensable et doit être signalé en classe de Terminale A, C et D dans le chapitre « Reproduction Humaine », plus particulièrement dans la partie « maîtrise de la reproduction » où le paludisme est considéré parmi les causes de l’interruption de la grossesse en cours car cette maladie constitue l’un des problèmes thérapeutiques de la mère enceinte.

Par conséquent, ce mémoire consistant sur les captures des moustiques, l’élevage et les tests de sensibilités aux insecticides des adultes d’anophèles est d’une importance particulière sur le plan éducationnel car il fournit des données, des informations et même des suggestions pour l’amélioration de l’enseignement depuis les classes primaires jusqu’aux classes secondaires.

CONCLUSION GENERALE

Le paludisme est l’une des parasitoses humaines fortes préoccupant à l’échelle mondiale. Il ne cesse de tuer d’innombrables vies humaines surtout dans le continent africain. C’est une maladie grave qui menace plus de la moitié de la population du globe. Pour lutter contre ce fléau mortel, la distribution de moustiquaires imprégnés d’insecticides et l’aspersion intra domiciliaire d’insecticides rémanents sont les deux principales interventions contre les vecteurs pour réduire ou interrompre la transmission des plasmodies humaines. Le contrôle de cette transmission constitue d’ailleurs l’un des principaux Objectifs Du Millénaire (ODM). La connaissance exacte des vecteurs à travers des études entomologiques et la bonne compréhension de leur biologie, leur répartition, leur comportement, leur habitat, leur sensibilité aux insecticides qu’on voudrait utiliser ou le suivi de leur sensibilité aux insecticides employés, sont essentiels pour la mise en œuvre d’une stratégie de lutte anti vectorielle adéquate et efficace. Ces informations peuvent être disponibles en temps réel grâce aux capacités des responsables et à différentes techniques entomologiques de haut niveau que nous pouvons utiliser sur terrain, en laboratoire et en insectarium. Ce mémoire nous procure ainsi des données pédagogiques d’une très haute importance en fournissant des documents de base pour l’enseignement.

ANNEXE

Annexe 1: Résultat des Knock Down à la deltamethrine 0,05%sur la souche de terrain (test à confirmer)

TUBES TEST Tube % des Total Total témoin KD T1 T2 T3 T4

Nombre de 25 25 25 25 25 25 100 100% moustiques

5’ 0 0 0 0 0 0 0 0%

10’ 0 0 1 0 1 0 2 2%

15’ 0 0 2 1 3 1 7 7%

20’ 0 0 12 20 17 7 56 56%

25’ 0 0 22 23 25 23 93 93%

30’ 0 0 23 23 25 25 96 96%

40’ 0 0 24 25 25 24 99 99%

50’ 0 0 25 25 25 25 100 100%

60’ 0 0 25 25 25 25 100 100%

Annexe 2: Résultat des Knock Down à la deltamethrine 0,05%sur la souche F1

Nombre moustiques Témoin assommés (F1)

Tém % KD T1 % KD

Nb mstq 8 100 22 100 exposés

5' 0 0 0 0,0

10' 0 0 0 0,0

15' 0 0 9 40,9

20' 0 0 9 40,9

25' 0 0 11 50,0

30' 0 0 20 90,9

40' 0 0 20 90,9

50' 0 0 21 95,5

60' 0 0 22 100,0

Annexe 3: Résultat des Knock Down à la deltamethrine 0,05%sur la souche de terrain (test de confirmation)

Nombre moustiques assommés (KD) Témoin (moustiques capturés sur terrain)

Tém % KD T1 T2 T3 T4 TOTAL % KD

Nb mstq 25 100 25 25 25 25 100 100 exposés

5' 0 0 0 0 0 0 0 0,0

10' 0 0 1 1 0 1 3 3,0

15' 0 0 1 1 0 1 3 3,0

20' 0 0 12 8 15 9 44 44,0

25' 0 0 15 13 21 23 72 72,0

30' 0 0 23 21 25 22 91 91,0

40' 0 0 25 25 25 23 98 98,0

50' 0 0 25 25 25 25 100 100,0

60' 0 0 25 25 25 25 100 100,0

BIBILIOGRAPHIE

1. BRUCE – CHWATT L.J.; 1985; Essential Malariology – Second edition; Londre ; 452p. 2. CARNEVALE P. et ROBERT V.; 2009; Les Anophèles : Biologie, transmission du Plasmodium et lutte anti vectorielle ; IRD édition ; 148p. 3. DETINOVA T.S.; 1962; Age grouping methods in Diptera of medical importance with special reference to some vectors of malaria; Series 47; 216p. 4. DIARRASSOUBA F.; 2002; Sensibilité des vecteurs du paludisme au DDT et aux pyrethrinoïdes de synthèse préconisés pour l’imprégnation au Mali ; Université BAMAKO ; Faculté de Médecine, de Pharmacie et d’Odontostomatologie ; 144p. 5. DIOP A.; FAYE O. et MOLE Z. J.F.; 1998; Mise en place en insectarium d’une souche d’Anopheles arabiensis (Diptera = Culicidae) ; 4p. 6. GRJEBINE A.; 1966; Insectes Diptères Culicidae Anophelinae, Faune de Madagascar; Muséum d’Histoire Naturelle; fascicule 22; Paris; 500p. 7. HERVY J.P. et COOSEMANS; 1979; L’élevage des Aedes et des Anophèles, Réalisation et intérêt pratique ; 15p. 8. KNIGHT K.L. et STONE A; 1977; A Catalog of the Mosquitoes of the world (Diptera – Culicidae); Thomas says Fondation; Washington; 11p. 9. KAMARAJU R., TAPAN K.B., NIRAJAN R., POONAM S. et ADITYA P.D.; 2011; Malaria Vector control: from the past to future. Parasitol; p. 757-779. 10. KOFFI A.A., DARRIET F., GUESSAN R.N., DOANNIO J.M.C. et CARNEVALE P.; 1998; Evaluation au laboratoire de l’efficacité de l’insecticide l’alpha – cypermethrine sur les populations d’Anopheles gambiae de côte d’Ivoire résistantes à la Perméthrine et à la Deltamethrine; Institut Pierre Richet (OCCGE) ; Côte d’Ivoire ; 5p. 11. MEN; 1996 b; Programme scolaire Seconde; p 125-142. 12. MEN; 1996 c; 73

Programme Scolaire Première; P 211-252. 13. MEN; 1996 d; Programme scolaire Terminales; p 223-258. 14. NKOUA BADZI C.; 2007; Etude des effets de Trema orientalis Linn sur le Paludisme simple à Plasmodium falciparum ; Mémoire de D.E.A ; Université Marien Ngouabi; 50p. 15. OMS; 2003; Entomologie du paludisme et contrôle des vecteurs ; Guide du stagiaire ; Genève ; 104p. 16. OMS; 2010; World Malaria Report 2010; 238p. 17. OMS; 2012; Plan mondial pour la gestion de la résistance aux insecticides chez les vecteurs du paludisme (GPIRM); 288p. 18. RATOVONJATO J.; 2008; Test de sensibilité des moustiques aux insecticides ; Institut pasteur de Madagascar ; Madagascar ; 19p. 19.RAKOTOSON J.D., CHAMPETIER DE RIBE S.G., RANAIVOSON G., RAKOTOHERISOA R.E.F., RANDRIANASOLO R., RARIVOSON R., SOLOFO ANDRIAMANDIA L. et RAZAFIMAMONJY A.; 1994; Contribution à l’étude des vecteurs du paludisme dans le Sud- Ouest de Madagascar ; Arch Inst Pasteur Madagascar ; Madagascar ; 3p. 20. TONIAZE C.; 2001; Test de sensibilité aux insecticides chimiques et biologiques de Culex quinquefasciatus vecteur de la filariose urbaine à Madagascar ; Mémoire de CAPEN-SN ; Université d’Antananarivo – ENS ; 83p. 21. WHO; 2013; Test procedures for insecticide resistance motoring in malaria vector mosquitoes; 32p.

Autres sources : Internet

4.1. Matériels………………………………………………………………………….30 4.2. Test de sensibilité proprement dit…………………………………………..…....32 4.3. Conditions de validation du test……………………………………………….…37 4.4. Interprétations des mortalités…………………………………………………….37 CHAPITRE III : RESULTATS, DISCUSSIONS ET CONCLUSION……..38 1. Enquêtes entomologiques dans les districts de Boriziny et d’Ambanja………………………………………………………………………………..….38 1.1. District de BORIZINY………………………………………………………..….38 1.1.1. Composition de la faune anophèlienne dans le site……………...…………....38 1.1.2. Capture matinale de la faune endophile………………………………...….....38 1.1.3. Capture de la faune exophile……………………………………………….....39 1.1.4. Capture de la faune agressive…………………………………………...…….40 1.2. District d’AMBANJA……………………………………………………..……..45 1.2.1. Composition de la faune anophèlienne dans le site……………………….…..45 1.2.2. Capture matinale de la faune endophile…………………………………...... 45 1.2.3. Capture de la faune exophile……………………………………..…...……....46 1.2.4. Capture de la faune agressive…………………………………………...…….46 1.3. Discussions et conclusions………………………………………...... 51 2. Elevage des adultes d’anophèles……………………………………………………..52 2.1. Résultats de l’élevage des adultes d’Anopheles gambiae sl……………………...52 2.2. Discussions et conclusions………………………………………………….…...52 3. Tests de sensibilité de moustiques adultes aux insecticides……………………..53 3.1. Résultats des tests de sensibilité du 09 et 11 Avril 2013 à la Deltamethrine 0,05%...... 53 3.1.1. Détermination du taux de mortalité…………………………………….……..53 3.1.2. Evaluation de l’effet Knock down de la Deltamethrine……………………....56 3.2. Résultat du test au Fenitrothion 1,0%...... 58 3.3. Discussion et conclusions……………………………………………………..….60 4. Intérêts scientifiques…………………………………………………………………...61 CHAPITRE IV : INTERETS PEDAGOGIQUES…………………………….…62 CONCLUSION GENERALE ……………………………………………………….68 ANNEXE…………………………………………………………………….69

BIBILIOGRAPHIE……………………………………………………...…...72

Auteur : Mademoiselle RAFENOARISOA Felaniaina Adresse: Lot III J 44 Ambohimalaza miray

Nombre de pages: 73 Nombre de figures: 32 Nombre de tableaux: 21 Directeur de mémoire: Monsieur ANDRIANASOLO RAVOAVY Jaonarivony, Professeur titulaire à l’Ecole Normale Supérieure d’Antananarivo Titre: Captures, élevage et tests de sensibilités des adultes d’anophèles

RESUME Le paludisme est une parasitose humaine due à un protozoaire du genre Plasmodium transmis par des piqûres infectées d’anophèles femelles. C’est un grand fléau qui cause beaucoup de décès dans les régions tropicales et subtropicales. Le présent mémoire montre l’importance des techniques entomologiques car elles permettent d’avoir les informations de base nécessaires au choix, à la planification et au suivi des mesures de lutte contre le paludisme. Différents méthodes de captures de moustiques ont été effectuées au cours d’une investigation entomologique, menée en Mars 2013, dans les régions de SOFIA et de DIANA. Le but était de recueillir les indicateurs et paramètres relatifs aux vecteurs tels que leur répartition, la densité, leur comportement de repos et de piqûres, le cycle d’agressivité. A Madagascar, les moustiquaires imprégnées d’insecticide et l’aspersion intra domiciliaire d’insecticide rémanent sont les deux principales stratégies de lutte anti vectorielle. La détermination initiale et le suivi systématique de la sensibilité des vecteurs aux insecticides employés permettent de prévoir l’efficacité de la lutte anti vectorielle. Les tests de sensibilités des anophèles aux insecticides font alors l’objet d’un deuxième volet de notre mémoire. La technique utilise des jeunes femelles âgées de 2 à 5 jours, ce qui nous a amené à faire un élevage d’anophèles collectés dans les étables d’Ankatso en insectarium. Le présent mémoire nous a permis d’établir des fiches pédagogiques qui sont d’une utilité inaltérable au niveau scolaire et universitaire par ces contenus en rapport direct avec le programme de l’enseignement.

Mots clés : Paludisme, captures, enquêtes entomologiques, élevage, Anopheles gambiae sl, sensibilité, insecticide, enseignement.