TECNOLÓGICO NACIONAL DE MÉXICO Instituto Tecnológico de Tepic
EFECTO DE PLASMA FRÍO EN LA REDUCCIÓN DE OCRATOXINA A EN CAFÉ DE NAYARIT (MÉXICO)
TESIS
Por: MCA. PALOMA PATRICIA CASAS JUNCO
DOCTORADO EN CIENCIAS EN ALIMENTOS
Director: Dra. Montserrat Calderón Santoyo
Co - director: Dr. Juan Arturo Ragazzo Sánchez
Tepic, Nayarit Febrero 2018
RESUMEN Casas-Junco, Paloma Patricia. DCA. Instituto Tecnológico de Tepic. Febrero de 2018. Efecto de plasma frío en la reducción de ocratoxina A en café de Nayarit (México). Directora: Montserrat Calderón Santoyo. La ocratoxina A (OTA) se considera uno de los principales problemas emergentes en la industria del café, dado que el proceso de tostado no asegura su destrucción total. El objetivo de este estudio fue identificar las especies fúngicas productoras de OTA en café tostado de Nayarit, así como evaluar el efecto de plasma frío en la inhibición de esporas de hongos micotoxigénicos, detoxificación de OTA, así como en algunos parámetros de calidad del café. Se aislaron e identificaron hongos micotoxigénicos mediante claves dicotómicas, después se analizó la producción de OTA y aflatoxinas (AFB1, AFB2, AFG2, AFG1) por HPLC con detector de fluorescencia. Las cepas productoras de toxinas se identificaron por PCR utilizando los primers ITS1 e ITS4. Después se aplicó plasma frío en muestras de café tostado inoculadas con hongos micotoxigénicos (A. westerdijikiae, A. steynii, A. niger y A. versicolor) a diferentes tiempos 0, 1, 2, 4, 5, 6, 8, 10, 12, 14, 16 y 18 min, con una potencia de entrada 30 W y un voltaje de salida de 850 voltios y helio publicitario (1.5 L/min). El café tostado fue contaminado artificialmente con hongos micotoxigénicos (1x105 esporas/g) a 27 ºC (21 días). Las muestras fueron tratadas con plasma frío a las mismas condiciones, pero a 0, 1, 4, 8, 12, 16, 20, 24 y 30 min. OTA fue cuantificada por HPLC acoplado a MS. Se realizaron pruebas de toxicidad mediante el bioensayo de Artemia salina. Finalmente se investigó actividad antioxidante, polifenoles solubles totales, perfil aromático y características sensoriales en muestras de café tratadas con plasma frío. Se detectó producción de OTA en las cepas R16, 6N y 11 con una concentración en µg/kg de micelio de 0.33, 1.16 y 0.36, respectivamente. Estas fueron identificadas como A. niger, A. versicolor y Byssochlamys spectabilis. La tecnología emergente de plasma frío mostró una disminución de 4 log en 6 min en los hongos micotoxigénicos. Referente a la detoxificación de OTA, en los tratamientos aplicados por 30 min, se obtuvieron reducciones aprox. del 50 %. Esto se pueda atribuir a las diferentes especies reactivas formadas + + − − + durante el proceso de plasma como son iones (H3O , O , O , OH , N2 ), especies moleculares (O3, H2O2), radicales reactivos (O•, OH•, NO•) e irradiación UV. Mediante análisis por HPLC-MS se determinó que OTA da origen a dos fragmentos principales, el anillo de isocumarina clorada y el grupo amino de la molécula L - b fenilalanina. El café tostado sin tratar se determinó como “tóxico”, mientras que la toxicidad para el café tratado con plasma frío se redujo a “ligeramente tóxico”. El perfil aromático de café tratado con plasma no presentó diferencias significativas (p < 0.05) respecto al café sin tratamiento. De acuerdo a la evaluación sensorial los panelistas calificaron “me gusta moderadamente” en los parámetros de olor, color, sabor y aceptación general, para ambos tratamientos con y sin plasma, sin haber diferencia significativa entre ambos (p<0.05). La diferencia de color ∆E determinada entre café tratado con plasma frío y sin tratar, fue inferior a 1, por lo que es difícilmente perceptible por el ojo humano. En cuanto a los fenoles solubles totales, se determinó una reducción del 12 %, mientras en la actividad antioxidante hubo aumento del 14 %. Por lo tanto, se concluye que el plasma frío es un método prometedor para la destrucción de hongos micotoxigénicos y para la degradación de OTA en café tostado, por lo que podría ser útil en la cadena de procesamiento de este producto alimenticio. Palabras claves: Café tostado, Aspergillus, OTA, plasma frío, Artemia salina.
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CONTENIDO
LISTA DE CUADROS ...... v LISTA DE FIGURAS ...... vii INTRODUCCIÓN ...... 1 CAPÍTULO 1. ANTECEDENTES ...... 4 1.1 Fruto de café (Coffea arábica L.) ...... 4 1.2 Composición química del café en grano ...... 4 1.3 Micotoxinas ...... 5 1.3.1 Los factores que influyen en el crecimiento fúngico y la producción de micotoxinas ...... 6 1.4 Hongos productores de ocratoxina A (OTA) ...... 7 1.5 Ocratoxinas ...... 12 1.5.1 Ocratoxina A (OTA) ...... 13 1.5.2 Propiedades fisicoquímicas de OTA ...... 15 1.5.3 Toxicocinética de la OTA ...... 16 1.5.3.1 Absorción y distribución ...... 16 1.5.3.2 Metabolismo ...... 17 1.5.3.3 Eliminación ...... 17 1.5.4 Toxicodinámica: mecanismo de acción ...... 20 1.5.5 Toxicidad ...... 21 1.5.5.1 Toxicidad aguda ...... 22 1.5.5.2 Toxicidad crónica ...... 23 1.6 Métodos de análisis para la determinación de ocratoxina (OTA) ...... 24 1.7 Plasma frío ...... 27 1.7.1 Reactor de plasma ...... 29 1.8 Mecanismo de inhibición de la tecnología emergente plasma frío ...... 30
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1.9 Efecto de plasma en micotoxinas ...... 31 CAPÍTULO 2. JUSTIFICACIÓN ...... 34 CAPÍTULO 3. HIPÓTESIS ...... 36 CAPÍTULO 4. OBJETIVOS ...... 38 4.1 Objetivo general ...... 38 4.2 Objetivos específicos ...... 38 CAPÍTULO 5. MATERIALES Y MÉTODOS ...... 41 5.1 Metodología ...... 41 5.2 Diseño estadístico y experimental ...... 43 5.3 Materia prima ...... 44
5.4 Actividad de agua (aw) ...... 44 5.5 Aislamiento e identificación de hongos relacionados con muestras de café tostado en grano y café molido...... 44 5.6 Identificación de hongos ...... 45 5.7 Determinación de ocratoxina A (OTA) y aflatoxinas totales (AFLA) en hongos micotoxigenéticos ...... 47 5.7.1 Extracción y purificación de ocratoxina A (OTA) y aflatoxinas totales (AFLA) ...... 47 5.7.2 Método de cuantificación de ocratoxina A (OTA) y aflatoxinas totales por HPLC ...... 47 5.7.3 Curva de calibración para la cuantificación de OTA y AFLA ...... 48 5.8 Análisis molecular ...... 48 5.8.1 Identificación de género y especie de cepas ...... 48 5.9 Contaminación de café tostado (Coffea arábica L.) con hongos micotoxigénicos ...... 51 5.10 Contaminación de café tostado (Coffea arábica L.) con OTA ...... 53 5.11 Método de cuantificación de OTA por HPLC –MS ...... 54 5.11.1 Solución de trabajo estándar ...... 54
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5.11.2 Fase móvil LC ...... 54 5.11.3 Curva de calibración ...... 54 5.11.4 Extracción de OTA de café tostado ...... 55 5.11.5 Determinación de OTA ...... 56 5.12 Determinación de humedad en café (pérdida de peso) ...... 56
5.13 Actividad de agua (aw) ...... 57 5.14 Color ...... 57 5.15 Evaluación sensorial ...... 58 5.16 Evaluación de actividad antioxidante ...... 58 5.17 Determinación de fenoles totales ...... 59 5.17.1 Extracción acuosa orgánica de polifenoles ...... 59 5.17.2 Análisis cuantitativo de polifenoles extraíbles ...... 59 5.18 Determinación del perfil aromático de café tostado ...... 60 5.19 Identificación de los compuestos aromáticos de café tostado ...... 62 CAPÍTULO 6. RESULTADOS Y DISCUSÍON ...... 64 6.1.- Determinación de hongos potencialmente micotoxigénicos en café (Coffea arábica L.) de Nayarit ...... 64 6.1.1 Introducción al tema ...... 64 6.2 Detoxificación de ocratoxina A e inhibición de hongos micotoxigénicos en café tostado a través de plasma frío ...... 91 6.2.1 Introducción al tema ...... 91 6.3 Propiedades fisicoquímicas y compuestos antioxidantes en café tostado (Coffea arábica L.) tratados con tecnología de plasma frío ...... 118 6.3.1 Introducción al tema ...... 118 CAPÍTULO 7.- CONCLUSIONES ...... 152 CAPÍTULO 8. BIBLIOGRAFÍA ...... 156
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LISTA DE CUADROS
Cuadro 1.1 Principales especies productoras de micotoxinas de mayor interés. 5 Cuadro 1.2 Métodos analíticos utilizados para detectar micotoxinas. 26 Cuadro 5.1 Diseño experimental. 43 Cuadro 5.2 Condiciones de la reacción para la amplificación por el método 1 en 50 la prueba de PCR. Cuadro 5.3 Condiciones de la reacción para la amplificación por el método 2 en 50 la prueba de PCR. Cuadro 5.4 Condiciones de operación del cromatógrafo de gases acoplado a un 61 espectro de masas para la determinación del perfil aromático de café tostado y análisis del coeficiente de actividad.
Cuadro 6.1.1 Relationship between levels of contamination of aflatoxin B1 73
(AFB1), aflatoxin B2 (AFB2), aflatoxin G2 (AFG2), aflatoxin G1 (AFG1) and ochratoxin A (OTA) and toxigenic filamentous fungi in roasted coffee beans.
Cuadro 6.1.2 Sequence homology of toxigenic fungi isolated from coffee (Coffea 76 arabica L.), according to N.C.B.I. (National Center for Biotechnology Information).
Cuadro 6.1.3 Level of OTA production (µg/kg) for A. niger, A. versicolor and 82 Byssochlamys spectabilis.
Cuadro 6.2.1 D values for A. westerdijikiae, A. steynii, A. versicolor and A. niger 102 inhibited by cold plasma treatment (cold plasma at different exposure times, 30
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W input power and an output voltage of 850 volts with Helium 1.5 LPM flow) on roasted coffee samples. Cuadro 6.2.2 Effect of cold plasma applied for different times on OTA in roasted 107 coffee Cuadro 6.2.3 Toxic activity against brine shrimp (Artemia salina) for extracts 110 from artificially inoculated coffee and cold plasma (30 min, 30 V, Helium 1.5 LPM) treated and untreated. Cuadro 6.3.1 Surface color values of roasted coffee treated with cold plasma 132
Cuadro 6.3.2 Identified aroma compounds in roasted coffee 133
Cuadro 6.3.3 Total phenolic concentration (TPS) (mg GAE/g DW) and ABTS 137 value (mmol TAE/g DW of the roasted coffe after the cold plasma treatment.
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LISTA DE FIGURAS
Figura 1.1 Ocratoxina A y sus análogos. 12 Figura 1.2 Estructura molecular de ocratoxina A. 13 Figura 1.3 Metabolismo de ocratoxina A. 20 Figura 1.4 Representación esquemática del sistema de generación del plasma 29 frío. Figura 5.1 Diagrama del desarrollo general del proyecto. 42 Figura 6.1.1 Amplification of ITS1-5.8S-ITS2 rDNA region from mycotoxigenic 75 fungi isolated from roasted coffee from Nayarit, Mexico. A) Molecular weight marker, 1KB plus DNA ladder (Invitrogen)., B) A. niger., C) A. versicolor., D) Molecular weight marker, 1KB plus DNA ladder (Invitrogen)., E) Byssochlamys spectabilis. Figura 6.1.2 Mycotoxigenic fungi isolated from roasted coffee. 1) A.niger 80 colonies on CYA, 2) A.versicolor on CYA, 3) Byssochlamys spectabilis on CYA. A) macroscopic morphology, B) optical microscopic 40x. Figura 6.1.3 LC – MS chromatograms – (a) standard solution (OTA 0.021 82 µg/ml), roasted coffee sample contaminated with: (b) A. niger, (c) A. versicolor, (d) Byssochlamys spectabilis. Figura 6.2.1 Logarithmic survival curves of A. westerdijikiae, A. steynii, A. 101 versicolor and A. niger spores on roasted coffee samples by using cold plasma at different time with 30 W input power and an output voltage of 850 volts with He-air mixture 1.5 LPM flow. Figura 6.3.1 Sensory evaluation of coffee roasted (cold plasma treatment and 128
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untreated) on a 9-point hedonic scale (1=dislike extremely, 2=dislike very much, 3=dislike moderately,4=dislike slightly, 5=neither like nor dislike, 6=like slightly, 7=like moderately, 8=like very much, 9=like extremely). Figura 6.3.2 The aroma compounds detected in untreated roasted coffee and cold 133 plasma treated samples during 30 min.
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INTRODUCCIÓN
INTRODUCCIÓN
El café tostado arábica es considerado una de las principales bebidas consumidas en el mundo (Bokhari, 2007). México ocupa el 9° lugar en producción mundial de café cereza (FAOSTAT, 2014). Sin embargo, el café por ser un producto tropical es susceptible al crecimiento de hongos micotoxigénicos esto debido a las condiciones de humedad óptimas para el crecimiento de estos hongos (Paterson y cols., 2014; Mantle y cols., 2000). Actualmente la contaminación de Ocratoxina A (OTA) se consideran uno de los principales problemas emergentes en la industria del café (Paterson y cols., 2014).
La OTA es un metabolito fúngico tóxico clasificado por el Centro Internacional de Investigación contra el Cáncer (CIIC) como posible carcinógeno humano. Producido principalmente por Aspergillus ochraceus, Aspergillus carbonarius y Penicillum verrucosum, así como por Aspergillus niger pero con una menor producción [(JECFA (Joint FAO/WHO Expert Committee on Food Additives, 2002)]. La Unión Europea (UE) estableció que el límite máximo admisible de OTA presente en café tostado en grano y café molido es de 5 µg/kg y en café soluble (café instantáneo) 10 µg/kg (Comisiones de regulación (CE) 2006, 2010).
Recientemente se han realizado estudios en todo el mundo con respecto al café. Robledo y cols. (2002) identificaron micotoxinas (OTA) en café verde del estado de Nayarit, analizando 21 municipios, de los cuales un 67 % mostraron contaminación por OTA en café verde, con un promedio de 30.1 µg/kg. En Brasil, Leoni y cols. (2000) encontraron OTA en 16 muestras de cafés instantáneos en niveles que oscilan entre 0.5 y 5.1 µg/kg.
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INTRODUCCIÓN
Más recientemente en Japón, Aoyama y cols. (2010) encontraron OTA en 90 % de 63 muestras analizadas en el período de 2004/07, en niveles que van de 0.1 a 4.23 µg/kg. Cabe señalar que en el proceso de tostado del café no se asegura la total destrucción de esta toxina, habiéndose incluso demostrado que en café verde sometido a un tratamiento térmico de 200 ºC durante 20 min, no se consigue reducir una concentración inicial de 114 µg/kg de OTA en más de un 12 % (Tsubouchi y cols., 1987; Carrillo, 2003). Estas micotoxinas presentan gran afinidad con las proteínas plasmáticas, lo que les permite asegurar su persistencia en el organismo (López de Ceraín, 2000).
Una alternativa para la detoxificación de OTA en café podría ser la aplicación de plasma frío, éste consiste en especies activas antimicrobianas que son producidas al aplicar gas al sistema, como consecuencias de esto se puede causar la destrucción microbiana debido a una fotodisociación de oxígeno molecular, ozono, oxígeno atómico, así como otros radicales de óxido, que puede tomar papel importante en la destrucción de microorganismos (Marsili y cols., 2002).
Es por esto que resulta de gran interés evaluar la detoxificación de hongos micotoxigénicos en café, con plasma frío, así mismo determinar el efecto de este tratamiento en los parámetros como perfil aromático, actividad antioxidante y análisis organoléptico en café tostado (Coffea arábica L.). Con la generación de esta información se podrá sugerir su aplicación en la industria con la finalidad de que el café pueda ser comercializado nacional e internacionalmente brindando seguridad al consumidor.
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CAPÍTULO 1. ANTECEDENTES
CAPÍTULO 1. ANTECEDENTES
CAPÍTULO 1. ANTECEDENTES
1.1 Fruto de café (Coffea arábica L.) El café se define como la semilla seca de la planta del café sin importar que haya sido tostada o molida. El café pertenece a la familia Rubiaceae; existen más de treinta especies, de las cuales las más importantes son: la arábica, la canephora y la libérica (Pérez y cols., 2011).
El fruto es a menudo llamado cereza, consta de una serie de capas que envuelven generalmente dos granos de café. Está conformado por capas externas las cuales son: cáscaras, pulpa, mucilago, pergamino, cutícula (Secretaria de Agricultura, Ganadería, Desarrollo Rural, Pesca y Alimentación SAGARPA) (PC-010-2004) (Pérez y cols., 2011).
El cafeto es uno de los principales productos agrícolas de más peso en el comercio. En producción mundial México ocupa el 9° lugar con 253,800 toneladas de producción anual (FAOSTAT, 2014). A nivel nacional cabe resaltar que el estado Nayarit ocupada el 7° lugar con 24, 634, 91 toneladas de producción (SIAP, 2016).
1.2 Composición química del café en grano El café verde sin procesar contiene agua, proteínas, cafeína, lípidos, diversos carbohidratos y ácidos (principalmente solubles y no volátiles), trigonelina y minerales. El café tostado contiene azúcares reductores, azúcares caramelizados, hemicelulosas, fibra, proteínas, ácidos no volátiles (caféico, clorogénico, cítrico, málico, oxálico, quínico y tartárico), cafeína, lípidos, trigonelina, y sus cenizas están constituidas, principalmente por potasio, fósforo y magnesio (Cinza Borrelli y cols., 2002; Badui, 1993).
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CAPÍTULO 1. ANTECEDENTES
1.3 Micotoxinas Las micotoxinas son estructuralmente un grupo diverso de compuestos de bajo peso molecular, producido por metabolismo secundario de algunos hongos filamentosos, o mohos, que, en condiciones de temperatura y humedad adecuadas, se pueden desarrollar en diversos alimentos y ocasionar graves riesgos para los humanos y la salud animal (Zain, 2011). A continuación se muestran (cuadro 1.1) las principales micotoxinas y especies fúngicas que son capaces de producirlas.
Cuadro 1.1.- Principales especies productoras de las micotoxinas de mayor interés. Micotoxinas Especies productoras Aflatoxinas Género Aspergillus: A. arachidicola, A. bombycis, A. flavus, A. minisclerotigenes, A. nomius, A. parasiticus, A. parvisclerotigenus, A. pseudotomarii, A. rambellii, A. toxicarius, A. ochraceoroseus. Género Emericella: E. astellata, E. venezuelensis. Ocratoxina A Género Aspergillus: A. carbonarius, A. cretensis, A. flocculosus, A. fresenii, A. mellus, A. niger, A. ochraceus, A. ostianus, A. persii, A. petrakii, A. pseudoelegans, A. roseoglobulosos, A. sclerotiorum, A. steynii, A. sulphureus, A. terreus, A. westerdijkiae. Género Penicillium: P. nordicum, P. verrucosum. Otros: Neopetromyces muricatus, petromyces alliaceus. Patulina Género Aspergillus: A. clavatus, A. giganteus, A. terreus. Género Byssochlamycs: B. fulva, B. nivea. Género Paecilomyces: P. variotii. Género Penicllium: P. carneum, P. claverigeru, P. concentricum, P. coprobium, P. dipodomycola, P. expansum, P. formosanum, P. gladioli, P. glandicola, P. griseofulvum, P. marium, P. paneum, P. sclerotigenum, P. vulpinum. Zeralenona GéneroFusarium: F. culmorum, F. graminearum, F. semitectuum. Fumonisinas Género Fusarium: F. nygamai, F. proliferatum, F. verticilliodes.
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CAPÍTULO 1. ANTECEDENTES
Género Alternaría: A. alternata f.sp. lycopersici. Deoxinivalenol Género Fusarium: F. culmorum, F. graminearum (=Gibberella zeae). Toxinas T-2 y HT- 2 Género Fusarium: F. acuminatum, F. equiseti, F. equiseti, F. langsethide, F. poae, F. sporotrichioides. FUENTE: (Girona, 2012).
Cabe señalar que no todas las cepas de una especie fúngica son capaces de producir micotoxinas y la proporción de cepas toxigénicas y atoxigénicas en la naturaleza es variable, lo que es aprovechado en ocasiones, en determinadas estrategias de control biológico. Una cepa potencialmente micotoxigénica puede no producir la toxina si las condiciones ecofisiológicas (temperatura, actividad de agua y pH, entre otras) que le rodean no son adecuadas. Sin embargo, una misma cepa fúngica puede producir diferentes micotoxinas. Así mismo una micotoxina determinada puede ser producida por diversas especies de mohos, incluso de géneros diferentes (Girona, 2012).
1.3.1 Los factores que influyen en el crecimiento fúngico y la producción de micotoxinas Entre los hongos filamentosos inicialmente presentes en un alimento, sólo una determinada fracción de los mismos altera típicamente el alimento y produce en el mismo, determinadas micotoxinas. Esa fracción es la denominada “asociación microbiana alterante”. Varios son los factores que determinan el desarrollo de esta microbiota determinada:
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CAPÍTULO 1. ANTECEDENTES
1) Factores intrínsecos, relacionados con la composición química y las propiedades físicas o biológicas del propio alimento. Este apartado incluye, entre otros, la composición del alimento, así como la actividad de agua y pH. 2) Factores extrínsecos o propios del ambiente, en donde se conserva el alimento. Están integrados principalmente por la temperatura de almacenamiento, humedad ambiental, tensión de oxígeno y presencia o ausencia de luz. 3) Factores tecnológicos, relacionados con los factores a los que ha estado sometido el producto. Estos tratamientos pueden ser físicos, químicos y biológicos. Sobre todo, los primeros, relacionados con los tratamientos a altas temperaturas, pueden tener efectos letales directos sobre muchos hongos filamentosos, pero en muchos casos tienen efecto leve sobre las micotoxinas. 4) Factores implícitos, referentes a las relaciones de dependencia o competencia entre los diferentes microorganismos que se encuentren en un alimento (Girona, 2012).
Todos estos factores pueden ejercer una presión sobre el desarrollo de los mohos micotoxigénicos, y por tanto, sobre la producción de micotoxinas (Sanchis y cols., 2007).
1.4 Hongos productores de ocratoxina A (OTA) La OTA es una toxina nefrotóxica y mutagénica producida principalmente por A. ochraceus, A. westerdijikiae, A. niger y A. carbonarius, en el café (Joosten y cols., 2001; Noonim y cols., 2008; Taniwaki y cols., 2003).
Taniwaki y cols. (2003) analizaron cerezas y granos en diferentes etapas: cerezas inmaduras y cerezas maduras de los árboles, cerezas muy maduras caídas en el suelo,
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CAPÍTULO 1. ANTECEDENTES
granos durante el secado y almacenamiento en la granja. De los cuales se identificaron más de 800 aislamientos de especies fúngicas como A. niger (63 % de los aislados) de las cuales el 3 % produjo OTA, A. ochraceus (31 % de los aislados) con un 75 % de los aislamientos con capacidad de producir OTA, A. carbonarius (6 % de los aislados) de los cuales el 77 % produjo OTA. La concentración promedio de OTA de 135 muestras de cerezas inmaduras, cerezas maduras, cerezas demasiadas maduras caídas de los árboles, patio de secado y almacenamiento fue de 0.1, < 0.2, 1.6, 2.1 y 3.3 µg/kg, respectivamente. Aunque el nivel de OTA es variado, sólo 9 de 135 muestras analizadas superó el 5 µg/kg de OTA (límite máximo admisible por la UE), que corresponde a una muestra de café seco de mala calidad con 100 µg/kg de OTA. Iamanaka y cols. (2014) analizaron la microbiota de café Arábica y de café Robusta demostrando una correlación positiva entre la presencia de defectos y el nivel de infección por hongos. En las muestras con granos defectuosos hubo un incremento de infección por hongos de 18-33 % en Arábica y 92 a 98 % en el café Robusta. Los autores también estudiaron la presencia de OTA que produjeron los hongos en estas muestras y encontraron que los granos defectuosos negros o amargos tenían la más alta infección por Aspergillus niger y Aspergillus westerdijikiae. Los granos de café negros y amargos tuvieron alto nivel de OTA, 11.3 µg/kg y 25.7 µg/kg, respectivamente (Taniwaki y cols., 2014). La causa de estos dos defectos está relacionada con el contacto amplio de estos granos de café con el suelo, lo que puede explicar la infección alta de hongos.
Bokhari (2007) analizó 48 muestras de café obtenidas en mercados locales de la ciudad saudí de Jeddah de los cuales se identificaron 46 cepas toxigénicas relacionadas a los géneros Aspergillus y Penicillium. De estas muestras ocho aislamientos de A. flavus producen aflatoxinas B1 y cuatro de A. ochraceus producen OTA. La cuantificación de las
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CAPÍTULO 1. ANTECEDENTES
aflatoxinas B1 osciló entre 2.1 y 219 µg/kg, mientras que la OTA osciló entre 3.77 y 25.9 µg/kg. Esto indica que el café más popular en Arabia Saudita, tiene un alto nivel de contaminación por toxinas cuando se almacena o se encuentra en condiciones menos higiénicas. Iamanaka y cols. (2014) investigaron la microbiota de los granos de café recolectados en diferentes etapas de la cadena de su producción, en donde encontraron 22 muestras de café infectados por hongos. Se recolectaron muestras de los árboles (cerezas maduras), desde la base, desde el patio (maduros, inmaduros y secos o cerezas muy maduras en el árbol) y las instalaciones de almacenamiento. Las muestras de café de esta región mostraron alta infección fúngica y la contaminación fue mayor que 70 % en aproximadamente 45 % de las muestras. Una gran diversidad de hongos fue aislada de todas las muestras analizadas del café y el más común fue Penicillium brevicompactum, Aspergillus sección Nigri, Penicillium sp. nov. (estrechamente relacionado con Penicillium crustosum) y Fusarium sp. Tanto P. brevicompactum como para Penicillium sp. nov. se encontraron en todas las etapas de procesamiento, incluso en las cerezas, lo que demuestra que estos hongos se encuentran naturalmente en los granos de café de la región.
Batista y cols. (2003) identificaron contaminación en granos verde de café (Coffea arábica L.) donde se encontraron especies de los géneros Aspergillus y Penicillium con un 96 y 42 %, respectivamente, de 45 muestras de 11 localidades de Brasil. Ciento ochenta muestras fueron identificadas a nivel especie como Aspergillus sección Circumdati (10 especies), Flavi (3), Nigri (3), Versicolores (4), mientras que dos fueron especies teleomórficas (Aspergillus) y ocho especies fueron aislados pertenecientes al género Penicillium. Dentro de la sección Circumdati, el 75 % de los aislados producen OTA, y todos, excepto
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CAPÍTULO 1. ANTECEDENTES
Aspergillus elegans y Aspergillus insulicola, han sido reportados como productores de OTA. Un tercio de las 18 cepas de Aspergillus flavus produce aflatoxinas B1 y B2. Ninguno de los aislamientos pertenecientes a Aspergillus sección Nigri o Penicillium produjeron OTA. De las 40 muestras de granos analizados, el 58 % estaban infectados por hongos potencialmente ocratoxigénos pero sólo el 22 % de ellos estaban contaminados con OTA en los niveles que variaron desde 0.47 hasta 4.82 ng/g, con un nivel medio de contaminación de 2.45 ng/g.
Noonim y cols (2008) evaluaron la distribución de los hongos con potencial de producir OTA en los granos de café (café Arábica y café canephora var. Robusta) de Tailandia, tanto de la región Norte (Chiang Mai) como de la región del Sur (Chumphon) de Tailandia y también evaluaron la presencia de OTA en muestras de granos de café. Donde identificaron que los granos de café Arábica mostraron un 78 % de incidencia de colonización por Aspergillus de la sección Circumdati con A. westerdijkiae y A. melleus como la especie predominante. Aspergillus spp de la sección Nigri se encontraron en el 75 % de las muestras, mientras que no se detectó A. ochraceus. En los granos de café Robusta del Sur se encontró 98 – 100 % de contaminados con A. carbonarius y A. niger. A. westerdijkiae sólo se encontró en una muestra. La diversidad de la población de hongos probablemente se correlacionó con el origen geográfico del café, cultivar el café y el método de procesamiento. Los aislamientos representativos de la sección Circumdati (52) y Nigri (82) fueron examinados por su producción de OTA mediante HPLC con detección por fluorescencia. Los resultados mostraron que el 100 % de los aislamientos produjeron OTA, A. westerdijkiae (42 aislamientos de 42), A. steynii (13/13) y A. carbonarius (35/35), en general, produjeron grandes cantidades de OTA, mientras que una cepa de A.
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CAPÍTULO 1. ANTECEDENTES
sclerotiorum produjo cantidades intermedias de OTA. Así como el 13 % de los aislados de A. niger produjeron OTA en cantidades intermedias. Los niveles de OTA en muestras de granos de café se analizaron utilizando los kits Ridascreen ® OTA ELISA. De las 64 muestras de granos de café analizadas, el 98 % estaban contaminados con OTA en niveles de 0.6 - 5.5 µg/kg (café Arábica) y 1-27 µg/kg (café Robusta). La presencia de OTA en muestras de café fueron confirmadas por LC-MS/MS tras la purificación por intercambio iónico.
En Japón, Aoyama y cols. (2010) encontraron OTA en 90 % de 63 muestras analizadas en el período de 2004/07, en niveles que van 0.1 a 4.23 µg/kg. Kawamura (2005) observó la presencia de OTA en 12 muestras de café, en niveles que van desde 0.11 hasta 4.41 µg/kg y, más recientemente Tabata y cols. (2008) detectaron la toxina OTA en 5 de 7 muestras de café soluble, en los niveles de 0.16 - 1.1 µg/kg. En Brasil, Leoni y cols. (2000) encontraron OTA en 16 muestras de cafés instantáneos en los niveles oscilan entre 0.5 y 5.1 µg/kg. Prado y cols. (2000) observaron la presencia de OTA en niveles entre 0.31 y 1.78 µg/kg en 8 de 10 muestras analizadas. de Almeida y cols. (2007) reportaron que de un total de 82 muestras analizadas, 81 (98.8 %) contenían OTA en niveles que van desde 0.17 hasta 6.29 µg/g. En un estudio canadiense de cafés instantáneos, Lombaert y cols. (2002) observaron niveles cuantificables de OTA, < 0.1 y 3.1 µg/kg, en 20 de 30 cafés instantáneos.
Estudios realizados por Robledo y cols. (2002) identificaron micotoxinas (OTA) en café verde del estado de Nayarit, analizando 21 municipios, de los cuales un 67 % mostraron contaminación por OTA en café verde, con un promedio de 30.1 µg/kg.
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CAPÍTULO 1. ANTECEDENTES
1.5 Ocratoxinas Las ocratoxinas son un grupo de siete micotoxinas de las cuales la OTA es la más tóxica y, por lo tanto, es la que ha sido mejor estudiada (Morello y cols., 2007). Su estructura molecular consiste en un núcleo de isocumarina unido a una molécula de L-fenilalanina mediante un enlace amida (Fig. 2.2). De todas ellas, la más importante es la OTA (C.A. No.303-47-9), aislada por primera vez a partir de cultivos de Aspergillus ochraceus (López de Ceraín y cols., 2000).
Fig. 1.1. Ocratoxina A y sus análogos (Tuner y cols., 2009).
La OTA es una micotoxina mayoritariamente presente en las contaminaciones primarias por mohos de muchos productos vegetales y de modo particular en cereales y legumbres de regiones geográficas tanto templadas como frías y húmedas. Puede considerarse como
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CAPÍTULO 1. ANTECEDENTES
una de las micotoxinas más frecuentes en la contaminación de los granos de cereales, junto a las aflatoxinas y las toxinas del género Fusarium y Alternaria. La ocratoxicosis parece ser un fenómeno mundial, aunque la magnitud de estas contaminaciones puede mostrar variaciones según países y años. Las condiciones necesarias para que los micomicetos filamentosos produzcan metabolitos tóxicos, cuando se desarrollan sobre las materias primas alimenticias, suelen ser bastante complejas. Debido a los riesgos que el consumo crónico de OTA, a través de los alimentos como constituye, representa para la salud humana, algunos países han establecido niveles máximos permisibles en alimentos. La UE ha establecido el límite máximo admisible de contaminación OTA en café tostado en granos y café tostado molido de 5 µg/kg y en café soluble (café instantáneo) de 10 µg/kg (López de Ceraín y cols., 2000; European Commission, 2006).
1.5.1 Ocratoxina A (OTA)
OTA (C20 H18 O6 NCl) es una estructura que se deriva de la familia de pentacétida de dihidrocumarina unida a-fenilalanina, L-fenilalanina-N-[(5-8-hidroxi-dihidro-cloro-3.3-3- metil-1-oxo-1 h-2-benzopireno-7-il) carbonil]-(R) - isocumarina (fig. 2.3). La ocratoxina α es producto de la hidrólisis de OTA como consecuencia de la falta de molécula fenilalanina. Su nombre deriva del hongo Aspergillus ochraceus aislado por primera vez (Marín y cols., 2013).
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Fig. 1.2. Estructura molecular OTA (Duarte y cols., 2010).
OTA es producida por hongos de los géneros Aspergillus y Penicillium. Las principales especies implicadas en la producción de OTA incluye A. ochraceus, A. carbonarius, A. melleus, A. sclerotiorum, A. sulphureus, P. verrucossum, A. cretensis, A. flocculus, A. fresenii, A. mellus, A. ostions, A. persi, A. petrakii, A. pseudoelegans, A. roseoglobulosus, A. steynii, A. sulphureus, A. terrus y A. westerdijkiae. Sin embargo, A. niger y Pichia purpurescens son menos importantes productores de OTA (Benford y cols., 2001; Girona, 2012).
La OTA es un contaminante natural frecuente de muchos alimentos como los granos de cacao, granos de café, la harina de yuca, cereales, pescado, cacahuates, frutos secos, vino, huevos de aves de corral y la leche (Weidenborner, 2001). En las zonas tropicales, OTA se produce principalmente en los granos de café por A. ochraceus, A. carbonarius y A. westerdijkiae (sección Circumdati) (Nganou y cols., 2014).
Esta micotoxina ha sido clasificada como un posible carcinógeno humano (grupo 2B) por la agencia internacional de investigación en cáncer (IARC). El comité colectivo FAO/OMS expertos en aditivos de alimentos (JECFA) ha establecido la tolerancia
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CAPÍTULO 1. ANTECEDENTES
provisional de la ingesta semanal (PTWI) de OTA en 100 ng/kg de peso proporcional (bw) que corresponde a aproximadamente 14 ng/kg por peso corporal/día (JECFA, 2002).
1.5.2 Propiedades fisicoquímicas de OTA La OTA es un ácido orgánico débil con un valor de pKa 7.1 y una masa molar de 403.8 g/mol. Con estructura cristalina, varía de incoloro a blanco, esta molécula posee una intensa fluorescencia verde bajo luz UV en medio ácido y fluorescencia azul en condiciones alcalinas. En pH ácido y neutro, OTA es soluble en disolventes orgánicos polares (alcoholes, cetonas, cloroformo), ligeramente soluble en agua e insoluble en éteres de petróleo e hidrocarburos saturados. Mientras que, en condiciones alcalinas, esta molécula es soluble en solución acuosa de bicarbonato de sodio y en todas las soluciones alcalinas en general. Tienen un punto de fusión alrededor de 90 ºC cuando se cristaliza. (El Khoury y Atoui, 2010).
La partícula de la OTA es altamente estable. Se ha demostrado que posee una resistencia a la acidez y altas temperaturas. Por lo tanto, una vez que se contaminan los alimentos, es muy difícil de eliminar esta partícula totalmente (El Khoury y Atoui, 2010).
En 1982, Muller demostró que la OTA sólo se degrada parcialmente a unas condiciones normales de cocción. Además, esta molécula puede resistir tres horas de alta presión de esterilización con vapor a 121º C, e incluso a 250 ºC su destrucción no es completa. La radiación gama (hasta 7.5 Mrad) de OTA en etanol no causa ninguna degradación. Sin embargo, la degradación es observada a bajo nivel de humedad, cuando OTA ha sido
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tratada con un exceso de hipoclorito de sodio (NaOCI). Además, la exposición a la luz fluorescente es un factor de degradación (El Khoury y Atoui, 2010).
1.5.3 Toxicocinética de la OTA 1.5.3.1 Absorción y distribución La mayoría de las especies animales estudiadas presentan una primera y rápida absorción de la OTA en el estómago facilitada por sus propiedades ácidas, seguida de una absorción intestinal lenta, cuando entre la sangre y la luz intestinal se da un gradiente de concentración favorable. En el caso de los rumiantes, la OTA es rápidamente hidrolizada a amina (OTα) por la población microbiana del rumen. No obstante, se ha detectado que e1 porcentaje de toxina que desde los alimentos pasa a la circulación general difiere ampliamente de unas especies a otras, y en general, los mamíferos presentan una biodisponibilidad superior al 50 % con la referida excepción de los rumiantes.
Una de las propiedades toxicocinéticas más significativas de la OTA es su alta afinidad por proteínas plasmáticas. Esta unión será determinante en la persistencia de la toxina en la sangre y por lo tanto de su toxicidad. El porcentaje de toxina unida a proteínas es muy alto en la mayoría de los casos y ello hace que en casi todas las especies estudiadas, incluido el hombre, la fracción libre sea menor del 0.2 %. También, otras proteínas presentes en plasma humano y porcino, diferentes a la albúmina, han demostrado, in vitro, cierta capacidad para unirse a la OTA con gran afinidad. En la administración por vía oral o intravenosa en peces, codorniz, ratón, rata y mono, la OTA se comporta de acuerdo con un modelo cinético bicompartimental, con la excepción del mono para la administración oral, que responde a un modelo monocompartimental (López de Ceraín y cols., 2000).
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En la mayoría de los mamíferos la acumulación de la OTA se da principalmente en el riñón, seguido de otros órganos como hígado, páncreas e intestino. Sin embargo en las aves, la toxina no presenta una acumulación importante en ningún órgano particular. Aun cuando existen resultados contradictorios al respecto, parece demostrada la transmisión de la OTA al feto a través de la placenta en cerdos y ratones.
1.5.3.2 Metabolismo Los principales metabolitos derivados de la OTA son los siguientes: el producto de su hidrólisis OTα, los derivados hidroxilados 4-OH-OTA y 10-OH-OTA, y los productos de conjugación (Fig. 2.3). De todos ellos la OTα y 4-OH-OTA son los más significativos. La población microbiana intestinal es capaz de metabolizar la OTA hasta OTα y fenilalanina principalmente por la actividad de la enzima carboxipeptidasa A. Los principales metabolitos hepáticos parecen ser los epímeros (4R y 4S)-OH-OTA en cuya formación está implicado el sistema citocromo P450. Se ha demostrado que en la formación de estos metabolitos, principalmente el epímero R y en menor medida el S, participan las isoformas de P450 1A1/1A2, 2B1 y 3A1/3A2. El otro metabolito hidroxilado, la 10-OH- OTA, solamente ha sido descrito in vitro después de la incubación de la OTA con microsomas de hígado de conejo (López de Ceraín y cols., 2000).
1.5.3.3 Eliminación El aclaramiento de la micotoxina por filtración renal está supeditado al valor de las respectivas constantes de unión con macromoléculas específicas, por lo que se favorece la eliminación por otras rutas en casi todas las especies. Tanto en los peces como en la codorniz, donde el aclaramiento renal supone únicamente el 4 y 0.3 % del aclaramiento
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total, respectivamente, el sistema de excreción hepatobiliar es más importante que el urinario. Por este motivo, estas dos especies presentan un aclaramiento plasmático de OTA superior a las otras especies estudiadas y por consiguiente su permanencia sanguínea tiene una vida media menor. Para la administración intravenosa de 50 ng OTA/g pc en peces, codorniz, ratón, rata y mono se han obtenido vidas medias de 8.3, 12, 48, 170 y 840 h, respectivamente.
Para comprobar la importancia de la unión de la OTA a proteínas en la eliminación de la misma, se ha llevado a cabo un estudio con ratas normales frente a ratas deficientes en albúmina, y se ha observado que la concentración de OTA en la orina y bilis de ratas carentes de albúmina es 20-70 veces mayor que en ratas normales. También se ha estudiado la eliminación de la OTA a través de otras vías como la leche, habiéndose encontrado niveles bajos de OTA en leche de vacas, conejos, cabras y cerdos. Se ha comprobado que los metabolitos OTα y OH-OTA desaparecen más rápidamente que su precursor. Así, en un estudio realizado con ratas, se puso de manifiesto que tanto la OTA como la OTα se eliminan principalmente por la orina mientras que para la OH-OTA tiene lugar por la vía biliar. Las vidas medias para estos tres compuestos fueron 3, 9, y 6 h, respectivamente (López de Ceraín y cols., 2000).
Se desconocen los parámetros cinéticos de la OTA en humanos, pero si se asume la hipótesis de que el hombre presenta una biodisponibilidad en torno al 90 % y habiéndose comprobado, in vitro, una gran capacidad de unión de la toxina a proteínas plasmáticas humanas, únicamente se puede deducir que la vida media plasmática de la OTA será muy
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elevada, lo cual supone evidentemente un riesgo mayor para la salud (López de Ceraín y cols., 2000).
En cuanto a su eliminación, la excreción renal parece ser el principal mecanismo, condicionado como ya se ha indicado por la unión de la OTA a proteínas plasmáticas. Se ha comprobado sin embargo mediante el análisis de muestras de leche humana en diversos estudios realizados en Suecia, Sierra Leona e Italia, que la eliminación de la OTA también se da por esta vía en una pequeña medida. Debido a que la leche materna es el primer y único alimento de los niños, podría suponer un peligro para lactantes pudiendo incluso superar en algunos casos los niveles máximos tolerados (López de Ceraín y cols., 2000).
La OTA se absorbe en el tracto gastrointestinal y pasa a la circulación sistémica, detectándose en sangre y tejidos. Las concentraciones más altas se detectan en los órganos de mayor actividad metabólica como riñón, hígado, músculo y grasa (Martínez y cols., 2003). Durante su distribución, la OTA tiene una alta capacidad de fijación a las proteínas plasmáticas, y presenta una vida media de eliminación larga, con valores en el cerdo de 72-120 horas y en el hombre 840 horas (35 días), siendo la fracción libre de toxina < 0.2 % (Studer y cols., 2000; López de Ceraín y cols., 2000). Tanto la OTA como sus metabolitos se excretan por vía renal y hepatobiliar. También se han observado niveles de OTA en las secreciones lácteas (López de Ceraín y cols., 2007) lo cual constituye un riesgo para el recién nacido afectándolo de manera directa en su crecimiento y desarrollo (Breitholtz y cols., 1993; Gareis, 1998). Un caso excepcional es el de los rumiantes ya que la OTA no es excretada por vía láctea debido a su previa degradación por acción de la microbiota del rumen (Creppy, 2002).
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El metabolismo de OTA genera derivados hidroxilados (4-OH-OTA y 10-OH-OTA) y productos de conjugación con glutatión (Fig. 2.4). La OTA puede actuar como sustrato de la enzima fenilalanina hidroxilasa dando lugar como producto final a la Tyr-OTA que es metabolizada a 4R/S-hidroxitirosin-OTA y otros metabolitos (López de Ceraín y cols., 2002).
Fig. 1.3 Metabolismo de OTA.
1.5.4 Toxicodinámica: mecanismo de acción Los principales mecanismos de acción de la OTA mediante los cuales ejerce su toxicidad son:
Alteración sobre la respiración celular: La OTA actúa inhibiendo competitivamente la actividad de la ATPasa, la succinato deshidrogenasa y el citocromo C oxidasa lo que
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genera efectos similares a los producidos en una lesión celular, obteniendo como productos finales radicales hidroxilados por peroxidación lipídica (Abreu y cols., 2011).
Alteración de la síntesis de proteínas: Este mecanismo se produce a nivel post- transcripcional por inhibición competitiva de la Phe-ARNt sintetasa. Estudios in vitro con células renales demuestran un efecto inductor de la OTA sobre la caspasa y la proteína kinasa que inducen la alteración de la síntesis de ADN con sus consiguientes lesiones (Abreu y cols., 2011).
Secuestro de calcio microsomal: este mecanismo constituye una reacción temprana y ligada al fenómeno de peroxidación lipídica. Diversos estudios tanto in vitro como in vivo demuestran que la OTA produce una inhibición en el bombeo y captación del calcio a través del retículo endoplasmático del hepatocito. Experimentalmente, se ha demostrado que los niveles de calcio descienden entre un 43.5 % (al tratar ratas con 10 mg/kg p.c) y un 80 % (al tratar con 10 M de OTA en un cultivo de microsomas hepáticos de rata) (Abreu y cols., 2011).
1.5.5 Toxicidad La OTA es nefrotóxica, inmunosupresora, genotóxica, carcinógena, teratogénica y neurotóxica. Respecto a la actividad carcinogénica, la Agencia Internacional de Investigación contra el Cáncer (IARC) ha clasificado a esta micotoxina en la categoría 2B, es decir, como posible carcinógeno humano.
Esta micotoxina se absorbe rápidamente en el tracto gastrointestinal en cantidades apreciables y se eliminan lentamente. Los datos de disponibilidad varían desde el 40 % en
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gallinas hasta el 66 % en cerdos, tras su administración por vía oral. Después de una única dosis oral de OTA, se ha observado que la máxima concentración de esta toxina en suero puede darse en tiempos tan cortos como 20 min (gallinas), pasando por 1h (conejos), 2- 4 h (rumiantes), 4 – 10 h (ratas) hasta 10 h (cerdos) (Aish y cols., 2004).
La máxima absorción de la OTA es aun objeto de controversia, algunos estudios sugieren que se da una mayor absorción a través de la mucosa gástrica, ya que el bajo pH del estómago favorece que la toxina se encuentre en su forma no ionizada y, por lo tanto, sea más liposoluble. Sin embargo, otros autores indican que es el intestino el lugar de máxima absorción, especialmente el yeyuno.
La OTA presenta una alta afinidad por las proteínas plasmáticas y no se encuentran como toxina libre en el plasma (menor del 0.02 % en humanos). El hecho de que la toxina quede ligada a la albumina sanguínea y a otras moléculas provoca que exista una reserva móvil de OTA que puede liberarse hacia los tejidos durante un largo periodo. Se excreta por heces y por orina.
1.5.5.1 Toxicidad aguda Dosis elevadas y únicas de la toxina pueden dar lugar a una intoxicación aguda cuyos principales signos clínicos son anorexia, pérdida de peso, poliuria, polidipsia, hemorragias digestivas y deshidratación, que provocan la muerte pocas semanas después de la administración (López de Ceraín y cols., 2000).
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Los estudios de toxicidad aguda causada por la OTA ofrecen valores de DL50 muy variables, que dependen de la especie animal y de la vía de administración de la toxina.
Así, los perros y los cerdos parecen ser muy sensibles, con DL50 por vía oral de 0.2 y 1.0 mg/kg de peso corporal, respectivamente. En el caso de pollos la DL50 es de 3.3 mg/kg, en ratas recién nacidas es de 3.9 mg/kg, y en ratas y ratones adultos aumenta a 20 – 58 mg/kg. Estos valores son inferiores si su administración es intraperitoneal o intravenosa (Girona, 2012).
1.5.5.2 Toxicidad crónica Los efectos crónicos de la OTA son más preocupantes. En animales se ha comprobado que la ingesta prolongada de OTA produce una nefropatía ligada a la degeneración de los túbulos contorneados de las nefronas y una fibrosis intersticial renal, seguida por una disminución del grosor de la membrana basal y una hialinización de los glomérulos renales. Las lesiones renales observadas en aves, cerdos y roedores son muy parecidas entre si (López de Ceraín y cols., 2000).
En el caso del ser humano, la OTA se ha relacionado con Nefropatia Endémica de los Balcanes (NEB). Los síntomas externos de NEB suelen ser anemia, proteinuria, amarilleamiento de la piel, dolor de cabeza, anorexia y uremia. Los síntomas patológicos se caracterizan por una nefropatía túbulo – intersticial progresiva que deriva en una atrofia tubular y fibrosis periglomerular, a menudo acompañada de tumores malignos muy agresivos del tracto urinario superior, una marcada reducción del tamaño del riñón y ciertos cambios en el córtex renal como fibrosis intersticial, hialinización glomerular,
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CAPÍTULO 1. ANTECEDENTES
degeneración del epitelio tubular y pérdida del borde en cepillo del tubo renal (López de Ceraín y cols., 2000).
1.6 Métodos de análisis para la determinación de ocratoxina (OTA) Los métodos más comúnmente utilizados para detectar la presencia de OTA a partir de un extracto de una muestra son las técnicas de cromatografía en capa fina (TLC), cromatografía líquida de alta eficacia (HPLC), LC/espectroscopia de masas, ELISA (ensayo por inmunoabsorción ligado a enzimas) y reacción de cadena de la polimerasa a tiempo real (PCR).
La TLC es un método que utiliza un adsorbente de gel sílice y un sistema de disolvente ácido. El TLC consiste en una detección visual de OTA por su fluorescencia verdosa bajo luz ultravioleta de onda larga, cambia de color azul después de pulverizar la placa cromatográfica con una solución de bicarbonato de sodio metanólico o la exposición a vapores de amoniaco; análisis densitométrico también puede llevarse a cabo (el Khoury y Atoui, 2010).
El análisis por medio de HPLC es el método moderno para identificación de micotoxinas empleando varios adsorbentes dependiendo de la estructura física y química de la micotoxina. Se utiliza columnas de fase inversa para la separación y purificación de las toxinas, dependiendo de la polaridad. La detección más comúnmente encontrada es el detector UV o de fluorescencia, dependen de la presencia de un cromóforo en las moléculas. Un número de toxinas ya tienen fluorescencia natural (por ejemplo: OTA,
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CAPÍTULO 1. ANTECEDENTES
AFT, citrinina) y pueden ser detectadas directamente por cromatografía líquida de alta resolución con detector de fluorescencia (HPLC-FD) (Turner y cols., 2009).
En el caso de la determinación de OTA, la cromatografía líquida de alta eficacia con detección fluorimétrica ha sido el método más utilizado en los últimos diez años. Para la detección de OTA generalmente se utilizan columnas de fase reversa. Debido a las características ligeramente ácidas de la OTA, la fase móvil empleada en el HPLC de fase reversa debe ser ácida para evitar una adsorción inespecífica o metanol con ácido acético diluido o ácido fosfórico. La utilización del acetonitrilo es más frecuente, debido a que las mezclas de éste con agua tienen una menor viscosidad y mejor eficacia en la separación que las mezclas de metanol con agua. De forma general se utiliza una elución isocrática y las longitudes de onda de excitación y emisión son de 330 nm y 460 nm, respectivamente. La confirmación se realiza mediante derivatización de la OTA en su metil-éster tras un tratamiento con trifluoroboro al 14 % en metanol o bien mediante técnicas ELISA (Martínez, 2003).
La cromatografía de gases no es un método empleado en la detección de OTA, ya que ésta no es volátil. Sin embargo, a veces es utilizado como detector derivatización de OTA con el fin de obtener material volátil y confirmar resultados positivos (Turner y cols., 2009; Martínez, 2003).
En el caso de las técnicas moleculares, están proporcionando nuevas herramientas esto debido a que la comparación de la secuencia del ADN genómico se utiliza para identificarlas especies de los hongos responsables de la síntesis de cDNA de las
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CAPÍTULO 1. ANTECEDENTES
micotoxinas. El enfoque de cDNA puede ser utilizado para determinar el gen que expresa los grupos de genes para la biosíntesis de las micotoxinas específicas por ejemplo OTA, aflatoxina, patulina (Rai y cols., 2012).
En el siguiente cuadro (1.2) se muestran las ventajas y desventajas de algunos métodos analíticos utilizados para detectar micotoxinas.
Cuadro 1.2.- Métodos analíticos utilizados para detectar micotoxinas. Técnica analítica Ventajas Desventajas Cromatografía de capa Sencillo Baja sensibilidad (para fina (TLC) Bajo costo de operación algunas micotoxinas) Rápida detección Requiere grandes cantidades (ocratoxina y aflatoxinas) de disolventes Análisis simultáneo de El procedimientos es múltiples micotoxinas intensivo Se caracteriza por falta de automatización Cromatografía líquida de Buena sensibilidad Instrumentación costosa alta resolución (HPLC) Buena selectividad Personal especializado Puede ser automatizado Requiere derivatización (pre- Corto tiempo de análisis columna o postcolumna) Método oficial disponible
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LC/ espectroscopía de Buena sensibilidad Alto costo de equipo masas Alta precisión Personal especializado Análisis simultaneo de Curva de calibración asistida múltiples micotoxinas por matriz (para análisis Proporciona confirmación cualitativo) No requiere derivatización requisitos complejos de (pre-columna o laboratorio postcolumna) limitaciones en el tipo de disolventes utilizados en la extracción y la separación Reacción de cadena de la Buena sensibilidad Tiempo de análisis largo polimerasa a tiempo real Preciso Error durante el proceso de (PCR) Alto rendimiento reacción de cadena polimerasa sin cuidado adecuado
Ensayo por Fácil de usar Problema de interface matrix inmunoabsorción ligado a Equipos de bajo costo Semi-cuantitativa (evaluación enzimas (ELISA) Se puede analizar hasta 90 visible) muestras en cada kit de Resultados dudosos ELISA en 45 minutos Reactividad cruzada con Análisis simultáneo de micotoxinas relacionadas múltiples micotoxinas Un factor clave es la No requiere ningún especificidad del anticuerpo procedimiento de limpieza Fuente: Kaushik y cols. (2013); Turner y cols. (2009).
1.7 Plasma frío El término de plasma se introdujo en 1928 por Irving Langmuir como un gas ionizado (Langmuir, 1928). A través de una fuente de energía aplicada, las moléculas de gas se
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CAPÍTULO 1. ANTECEDENTES
excitan por lo tanto se ionizan o se disocian por colisiones de electrones formando plasma (Ben Gadri y cols., 2000).
El plasma es el cuarto estado de la materia y se define como un gas neutro ionizado, puede ser generado por la aplicación de un campo eléctrico inicialmente de un gas eléctricamente neutro (Gaunt y cols., 2006; Wan y cols., 2009). El plasma está formado por especies eléctricamente activa incluyendo fotones, electrones, iones positivos y negativos, radicales libres, moléculas excitadas o moléculas no excitadas y átomos (Deng y cols., 2006; Laroussi, 2005; Moisan y cols., 2002). Así como también diferentes sustancias antimicrobianas incluyendo fotones UV, partículas cargadas, especies reactivas como superóxido, radicales hidroxilo, óxido nítrico y ozono (Daeschlein y cols., 2010; Deng y cols., 2006; Gaunt y cols., 2006; Laroussi y Leipold, 2004). Las propiedades del plasma, tales como la densidad de las partículas cargadas (densidad de cargas negativas y positivas son iguales) y sus energías, dependen de la potencia aplicada, tipo de poder (por ejemplo pulso de frecuencia) tipo de gas, etc. (Bardos y Baránková., 2010).
Cabe mencionar que el plasma frío es nueva tecnología que se lleva a cabo a temperatura por debajo de 33 ± 3 ºC y a tiempos cortos de esterilización, es rápida, efectiva y rentable (Wintenberg y cols., 1999; Laroussi y cols., 2000; Purevdorj y cols; 2002; Feichtingery cols; 2003; Moreira y cols., 2004; Choi y cols., 2006). Así como también reduce el uso de gases tóxicos tanto para impactos ambientales como para riesgosa la salud, mantiene bajas temperaturas durante las operaciones. En el caso de materiales de plásticos no hay degradación de térmica (Rossi y cols., 2008).
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CAPÍTULO 1. ANTECEDENTES
1.7.1 Reactor de plasma El reactor fue diseñado y construido en el laboratorio de física de plasmas en el Instituto Nacional de Investigaciones Nucleares. Una representación del diagrama del sistema del equipo utilizado, se muestra en la Figura 1.4. El equipo contiene un generador de radio frecuencia de 13.56 megaciclos, que suministra directamente a las placas en paralelo del reactor (Descarga de Barrera Dieléctrica). La energía en el sistema se puede ajustar a diferentes voltajes, fue diseñado para conducir estudios en la caracterización y las interacciones de especies activas y de descargas de radiación ultravioleta hacia microorganismos y procesos de esterilización. El equipo incluye una entrada del gas y conectores con cable coaxiales con una salida a tierra.
La estructura de la Celda de Barrera Dieléctrica (BDB), está constituida por un par de electrodos horizontales de acero inoxidable de forma circular. La circular mide 80 milímetros de diámetro y aproximadamente 2 milímetros de separación entre electrodos, conteniendo un cilindro de vidrio. El electrodo inferior, se fija a la parte inferior del reactor mediante un eje, mientras que el otro, se puede ajustar por medio de un tornillo de precisión, unido a la parte superior. El eje tubular superior permite proveer de administración de gas, dirigiéndola hacia el centro del electrodo. De este modo, se alcanza una descarga simétrica y uniforme para la generación del plasma. Toda esta estructura se aísla por medio de una estructura cilíndrica larga de cuarzo de 200 milímetros con un diámetro interno de 120 milímetros (Eguiluz y cols., 2010).
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CAPÍTULO 1. ANTECEDENTES
Fig. 1.4.- Representación esquemática del sistema de generación del Plasma Frío (Eguiluz y cols., 2010).
1.8 Mecanismo de inhibición de la tecnología emergente plasma frío Existen tres mecanismos involucrados en la inactivación de microorganismos por plasma frío: a) Destrucción directa por radiación UV del material genético de los microorganismos. b) Erosión de los microorganismos átomo por átomo mediante la luz UV para romper vínculos químicos en el material del microorganismo y que llevan a la formación de compuestos volátiles de los átomos intrínsecos. Los subproductos volátiles del desequilibro son pequeñas moléculas (CO y CHx). c) Erosión de los microorganismos átomo por átomo como resultado de la ionización utilizando átomos de oxígeno o radicales que emanan del plasma (Moisan y cols., 2002).
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CAPÍTULO 1. ANTECEDENTES
1.9 Efecto de plasma en micotoxinas
Basaran y cols. (2008) aplicaron plasma frio con gases de aire (20 % O2 y 78 % N) y hexafluoruro de azufre (SP6) con tratamiento de 0 y 20 min en avellanas inoculadas con 106 conidio esporas de A. parasiticus y 950 ng/g de aflatoxinas. Los resultados mostraron una reducción del 50 % en el total de aflatoxinas (AFB1, AFB2, AFG1 y AFG2) en muestras de gases de aire de 470 ng/g de contenido de aflatoxinas. En muestras tratadas con SP6 redujeron el 20 % obteniendo un total de 751 ng/g. En este estudio, un método de limpieza rápida, funcional para la eliminación dela producción de aflatoxina por hongo en nueces con cáscara y sin cáscara fue investigado como un método adecuado de descontaminación de hongos.
Por lo tanto, el efecto del gas con hexafluoruro de azufre (SP6) que se utilizó en la aplicación con plasma, logró reducir un valor D (tiempo necesario para inactivar el 90 % de la población microbiana en escala logarítmica) cercano a 1.1 min, mientras que con los gases del aire el valor D fue de 4.2 min. En este estudio reduce la mitad de la contaminación por aflatoxinas. SF6 es un gas inerte, incoloro, inodoro y no tóxico. Es uno de los gases aislantes más populares con rigidez dieléctrica de aproximadamente tres veces mayor que la de aire y gases utilizados mundialmente en industria de servicios eléctricos (Lee y Kim, 2007; Villa nueva, 2010).
Los gases principales de subproductos de plasma SP6 son SF4, SOF2 y SO2F2. Los átomos de flúor son las principales especies de grabado, producidos por la ionización y disociación de especies neutras de SP6 (Basaran y cols., 2008).
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CAPÍTULO 1. ANTECEDENTES
Los gases de aire contienen casi el 20 % de O2y 78 % N2. El gas de plasma que contienen oxígeno es conocido por producir especies activas anti-microbiana, fotodisociación de oxígeno molecular, tal como ozono, oxígeno atómico, así como otros radicales de óxido, que puede tomar papel importante en la destrucción de microorganismos (Marsili y cols., 2002).
Park y cols. (2007) estudiaron el efecto de microondas a presión atmosférica sobre las micotoxinas: aflatoxina B1 (AFB1), deoxinivalenol (DON) y nivalenol (NIV) las cuales fueron expuestas a 1, 3, 5 y 10 min. El sistema consistió en una fuente de alimentación de 2.45 GHz y 1 kW. Se reportó una disminución en las concentraciones de aflatoxina B1, DON y NIV. Mientras que AFB1, DON y NIV fueron eliminadas por completo después de 5s de argón plasma inducido por microondas a presión atmosférica. El sistema de plasma inducido por microondas utilizado en este estudio requiere mucho menos tiempo de exposición para la degradación de micotoxinas que otros métodos, tales como la luz visible o UV y rayos gamma. La irradiación UV y el grabado por plasma pueden ser responsables de la degradación y la eliminación de las micotoxinas. Este sistema de plasma tiene muchas ventajas, como una mayor ionización por especies reactivas y relativamente alta intensidad de la luz UV (75-102 mW/cm2), la temperatura media baja (75 a 130 °C) y una fácil operación. Estos resultados sugieren que los sistemas de plasma pueden tener potenciales fuertes para degradar las micotoxinas y puede ser usado efectivamente en el proceso de alimentos.
Ouf y cols. (2014) evaluaron fumonisina B2 (FB2) y OTA en dátiles, los cuales fueron tratados con plasma Jet con gas argón y un caudal de 1.5, 2.5, 3.5 y 4.5 L/min a los
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CAPÍTULO 1. ANTECEDENTES
tiempos 0.5, 1, 2, 3, 4, 5, 6, 7.5 y 9 min. En las muestras inoculadas con A. niger, el hongo se inhibió a los 9 min con 3.5 L/min, FB2, se logró reducir a los 6 min, mientras que para OTA completamente estuvo ausente a los 7.5 min, para ambos a 3.5 L min-1.
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CAPÍTULO 2. JUSTIFICACIÓN
JUSTIFICACIÓN
El café es uno de los principales productos agrícolas. Su preferencia le ha otorgado el segundo lugar en la lista de los productos de mayor importancia económica a nivel mundial, ocupando México el noveno lugar en exportaciones a nivel mundial.
El café se distingue por sus constituyentes como son la cafeína, ácidos fenólicos, melanoidinas y ligninas, que en su conjunto poseen propiedades antioxidantes además del aroma y el sabor.
Sin embargo, el café es susceptible a la contaminación por hongos y por las toxinas producidas por estos organismos, esto puede ocurrir antes de la cosecha y/o durante los tratamientos posteriores. Cabe mencionar que el proceso de tostado de café no asegura una total destrucción de toxinas. Por lo tanto, debido a que el café constituye uno de los productos de mayor consumo comercial, representa una preocupación tanto para los investigadores como para los organismos responsables de velar por la salud pública.
Por consiguiente, es importante identificar genotípicamente las especies fúngicas que producen estas micotoxinas, así como aplicar métodos de control que sean eficaces, con tiempos cortos, compatibles con el medio ambiente y seguridad para el operario. La tecnología de plasma frío es una operación emergente que últimamente está tomando mucho auge debido a que es efectiva a tiempos cortos, sin afectar propiedades sensoriales y nutricionales de los productos procesados. Una alternativa para detoxificación, podría ser la aplicación de plasma frío en el procesamiento en café tostado de Nayarit.
CAPÍTULO 3. HIPÓTESIS
CAPÍTULO 3. HIPÓTESIS
CAPÍTULO 3. HIPÓTESIS
El tratamiento con plasma frío aplicado a muestras de café de la región de Nayarit, inhibirá hongos micotoxigénicos y permitirá la detoxificación de ocratoxina A (OTA).
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CAPÍTULO 4. OBJETIVOS
CAPÍTULO 4. OBJETIVOS
CAPÍTULO 4. OBJETIVOS
4.1 Objetivo general Determinar el efecto de plasma frío sobre la reducción de micotoxinas en muestras de café de Nayarit, e identificar las especies fúngicas productoras de ocratoxina A (OTA)
4.2 Objetivos específicos • Aislar e identificar hongos micotoxigénicos (Aspergillus spp y Penicillium spp) a
partir de café tostado de la región de Nayarit, empleando técnicas de biología
molecular (PCR).
• Detectar la presencia de ocratoxina A (OTA) en café tostado por cromatografía
líquida acoplado a masas.
• Evaluar el efecto de la aplicación de plasma frío en la inhibición de hongos
micotoxigénicos aislados del café tostado.
• Evaluar el efecto de la aplicación de plasma frío en la detoxificación de ocratoxina
A (OTA) en muestras de café tostado.
• Evaluar la actividad antioxidante de las muestras de café tostado después del
tratamiento con plasma frío.
• Evaluar la calidad sensorial de las muestras de café tostado tratado con plasma frío
sin presencia de hongos micotoxigénicos ni ocratoxina A (OTA),
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CAPÍTULO 4. OBJETIVOS
• Identificar y cuantificar el perfil aromático de muestras tratadas con plasma frío.
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CAPÍTULO 5. MATERIALES Y MÉTODOS
CAPÍTULO 5. MATERIALES Y MÉTODOS
CAPÍTULO 5. MATERIALES Y MÉTODOS
5.1 Metodología Para alcanzar los objetivos planteados en el presente trabajo, la metodología fue dividida en dos partes: primeramente se realizó el aislamiento e identificación de hongos micotoxigénicos productores de OTA en el café tostado, posteriormente se investigó el efecto de la tecnología emergente de plasma frío tanto en la inhibición de hongos micotoxigénicos como en la detoxificación de OTA en café tostado, y finalmente se evaluaron los parámetros organolépticos, aromáticos y actividad antioxidante de café de Nayarit.
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CAPÍTULO 5. MATERIALES Y MÉTODOS
Fig. 5.1 Diagrama del desarrollo general de la investigación.
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CAPÍTULO 5. MATERIALES Y MÉTODOS
5.2 Diseño estadístico y experimental Para la realización de este proyecto se planteó un diseño unifactorial completamente aleatorizado donde el factor es el tiempo de irradiación con plasma frío y los niveles fueron 0, 1, 2, 4, 5, 6, 8, 10, 12, 14, 16 y 18 minutos. Posteriormente los resultados obtenidos se analizaron con un análisis de varianza (ANOVA) y se utilizó la prueba de LSD para comparación de medias con un nivel de significancia de α = 0.05, utilizando el paquete estadístico SAS versión 9.
Una vez obtenido el tiempo de reducción logarítmico se realizó un diseño completamente aleatorizado para las determinaciones químicas del café. Donde el factor fue el tipo de tratamiento, con dos niveles: tiempo óptimo de tratamiento con café irradiado con plasma frío y café sin irradiar. Las variables de respuesta fueron aw, humedad, actividad antioxidante, fenoles totales, perfil aromático. Los resultados obtenidos se analizarán con una prueba de t-student para comparación de medias con un nivel de significancia de α = 0.05, utilizando el paquete estadístico STATISTICA versión 8.
Cuadro 5.1.- Diseño experimental.
Tratamientos aw humedad Actividad Fenoles Perfil antioxidante totales aromático Café sin irradiar (Tmt 1) Tmt 1 Tmt 1 Tmt 1 Tmt 1 Tmt 1 Café irradiado (Tmt 2) Tmt 2 Tmt 2 Tmt 2 Tmt 2 Tmt 2
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CAPÍTULO 5. MATERIALES Y MÉTODOS
Para el análisis sensorial se utilizó un diseño de bloques con la participación de 40 jueces no entrenados. La prueba consistió en señalar el nivel de agrado de cada atributo (apariencia, color, sabor, olor y aceptabilidad general) mediante una escala hedónica del 1 al 9, para tratamientos de café sin irradiar y café irradiado, ambos sin micotoxinas.
5.3 Materia prima Se recolectaron 14 muestras de café tostado de marcas comerciales con presentación en polvo y grano del Estado de Nayarit. Las muestras se colocaron en bolsas plásticas con cierre hermético hasta el momento de sus análisis.
5.4 Actividad de agua (aw) La actividad de agua se determinó por medio de un higrómetro de la marca AquaLab series 3 (Decagon Devices, Inc), previamente calibrado con una solución saturada de NaCl (grado reactivo) y agua destilada.
5.5 Aislamiento e identificación de hongos relacionados con muestras de café tostado en grano y café molido. Los granos de café tostado se desinfectaron de manera superficial por inmersión en una solución de hipoclorito de sodio (1 %) durante 2 min. Posteriormente se enjuagaron con agua destilada estéril, se colocaron en papel filtro para eliminar el exceso de agua. Una vez que estuvieron parcialmente secos, se colocaron en el centro de las placas con agar papa dextrosa (PDA/rosa de bengala 1/5000). Las placas se incubaron a 28 ºC durante 7 – 10 días en estufa digital Novatech E160-A10 (Bokhari, 2007).
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CAPÍTULO 5. MATERIALES Y MÉTODOS
Para la muestra de café molido se tomaron diez gramos de café molido y fueron transferidos a un frasco que contenía 90 mL de agua destilada estéril. Los frascos se agitaron durante 15 min. Posteriormente se realizaron diluciones aproximadas de 10-1, 10-2 y 10-3. Luego se añadió 1 mL de cada dilución a las placas agar de extracto de malta (MEA), agar Czapek con extracto de levadura (CYA), agar Czapek Dox (CDOX) y se distribuyeron homogéneamente. Las placas fueron incubadas (25 ºC/7-14 días) en estufa digital Novatech E160-A10. Se adicionó a las placas estreptomicina como antibacteriano
(300 pp) y bicarbonato de sodio (NaHCO3 0.11 M) para inhibir el crecimiento de A. niger (Depasquale y cols., 1990). Una vez aislados los hongos se procedió a observar y contabilizar el total de hongos (TFC), finalmente se purificaron las cepas desarrolladas en las placas con CYA. Se determinó el número de colonias/g y se calculó el porcentaje de cada especie fúngica con la siguiente ecuación:
Especies fúngicas % = (No. de cada especie de hongo/contenido total de hongo) x 100 (Nehad y cols., 2007).
5.6 Identificación de hongos Para la identificación de las cepas aisladas se utilizó la técnica de microcultivo, la cual consiste en cultivar la cepa del hongo en un bloque de CYA de 2 x 2 cm colocada en un portaobjeto estéril. La inoculación del hongo se realizó mediante la técnica de picadura en los márgenes del bloque de agar, se colocó sobre cada bloque de agar un cubreobjetos. Los bloques fueron soportados por una varilla de vidrio doblada en U, los cuales se colocaron dentro de cajas Petri estériles (con un algodón humedecido en la parte inferior, para proporcionar humedad al medio). Se incubó a 30 °C durante 3-5 días y se observó el crecimiento y con la ayuda de un estereoscopio (marca Wesco) se observaron
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CAPÍTULO 5. MATERIALES Y MÉTODOS
características macroscópicas del hongo. Posteriormente se retiró el agar del cubreobjetos con la ayuda de unas pinzas estériles y cuidando de no romper el micelio que se adhiere en el cubreobjetos. Finalmente se adicionó una gota de colorante azul de lactofenol y se observaron las estructuras miceliales de los hongos en un microscopio (marca LEICA DM500) (Ahmed y cols., 2006; Serra y cols., 2006; Antolin-Ayala y cols., 2008).
Para la identificación del género Aspergillus y Penicillium se consideraron de forma minuciosa, las siguientes características macroscópicas y microscópicas:
Las principales características macroscópicas: • Diámetro de las colonias • Coloración del anverso y del reverso de la colonia • Textura de la colonia • Presencia de surcos • Presencia de gotas de exudado • Presencia de pigmento difusible en el medio de cultivo • Presencia de esclerocios
Las principales características microscópicas: • Número de puntos ramificación presentes en los conidióforos • Longitud y textura del estipe • Número, disponibilidad, longitud y textura de las ramas (en su caso) • Número, disponibilidad, longitud y textura de las métulas (en su caso) • Número, forma, longitud y textura de las fiálides
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CAPÍTULO 5. MATERIALES Y MÉTODOS
• Forma, tamaño, textura y color de los esclerocios (en su caso) • Forma, tamaño, textura y color de las ascas (en su caso) • Forma, tamaño, textura y color de las ascosporas (en su caso) (Benítez, 2003; Afzal y cols., 2013).
5.7 Determinación de ocratoxina A (OTA) y aflatoxinas totales (AFLA) en hongos micotoxigenéticos
5.7.1 Extracción y purificación de ocratoxina A (OTA) y aflatoxinas totales (AFLA) Las cepas fueron aisladas en agar PDA incubadas a 25 ºC durante 10 días. Posteriormente se llevó a cabo la extracción directa a partir de 3 discos de agar tomados desde el centro de la colonia. Las cuales se colocaron en un vial y fueron pesados (g). Enseguida se agregó 2.5 mL de disolvente (metanol/ácido fórmico 25:1 v/v), se sónico durante 15 min y fue filtrado con una membrana de 0.45 µm (Mounjouenpou y cols., 2008).
5.7.2 Método de cuantificación de ocratoxina A (OTA) y aflatoxinas totales por HPLC Para la determinación de OTA y AFLA (AFLA G2, AFLA G1, AFLA B2, AFLA B1). Se utilizó un equipo de HPLC Schimadzu LC610ADVP System (Shimadzu Corporation, Japan) con un detector de fluorescencia utilizando las siguientes condiciones: volumen de inyección 100 µl, columna C18 de ODS, fase reversa, 5 µm (Supelco, Interchim, Montluçon, France) con una pre-columna, con un termostato a 40 ºC, una presión del orden 145 –165 Bar y un flujo isocrático de 1 mL/min; como fase móvil se utilizó para el solvente A: agua destilada 55 %, metanol 45 %, 119 mg/L, bromuro de potasio, 350 µl de ácido nítrico 4 M. En el solvente B: se preparó la siguiente mezcla: agua destilada 20 %,
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CAPÍTULO 5. MATERIALES Y MÉTODOS
metanol 80 %, 119 mg/L, bromuro de potasio, 350 µl de ácido nítrico 4 M (reactivos marca Aldrich y 99.9 % de pureza). La longitud de onda usada en el equipo para la detección de aflatoxina fue de excitación 362 nm y de emisión 425 nm adicionando bromuro. En el caso de ocratoxina la excitación fue de 333 nm y 460 emisión.
5.7.3 Curva de calibración para la cuantificación de OTA y AFLA Los resultados se calcularon con respecto a la curva de calibración y se expresaron en g/kg. Las soluciones se prepararon a partir de soluciones de concentración conocida. Para aflatoxinas 20 ng/mL y OTA 12 ng/mL .
SM: 100 µl de aflatoxinas y 60 µl de OTA en 4.840 ml de solvente MeOH/H2O
S1: 250 µl de SM + 1.750 ml de disolvente MeOH/H2O
S2: 1 ml de S1 + 1 ml de disolvente MeOH/H2O
S3: 1 ml de S2 + 1 ml de disolvente MeOH/H2O
S4: 800 µl de S3 + 1.2 ml de disolvente MeOH/H2O
5.8 Análisis molecular 5.8.1 Identificación de género y especie de cepas Las cepas fueron cultivadas en agar Czapek con extracto de levadura a 25 ºC durante 5 - 7 días. Luego del tiempo de incubación se procedió a la extracción de ADN. Se adicionó a los tubos eppendorfÒ materia fúngica (100 - 150 mg) y se re-suspendieron en buffer de lisis (500 µL), luego se adicionaron perlas de vidrio (sigma). Posteriormente se centrifugó durante 60 s a 6.0 m/s (60 segundos max velocidad fastprep). Finalmente, para la primera extracción se agregaron 5 µL de proteinasa K y se incubó a temperatura ambiente (25 ºC)
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CAPÍTULO 5. MATERIALES Y MÉTODOS
durante 24 horas a agitación constante. Posteriormente se agregaron 100 µl de cloruro de sodio 5M y se mezcló suavemente. En seguida se adicionaron 500 µl de fenol cloroformo. Una vez mezclado se centrifugó durante 8 minutos a 13000 rpm (4 ºC). Luego se procedió a recuperar el sobrenadante del buffer de lisis con ADN (100 – 150 µl) y se agregaron 10 µL de acetato de amonio 5M. Una vez homogenizado se adicionaron 700 µl de isopropanol. Las muestras fueron colocadas a -80 ºC durante 30 min y se centrifugaron a 14,000 rpm durante 10 min a 4 ºC. En seguida se descartó el sobrenadante teniendo cuidado que el pellet se encuentra fijo en el tubo eppendorf, se agregaron 500 µL de alcohol etílico al 70 % y se agito suavemente. Luego se descartó el sobrenadante y se dejó en evaporación en campana de flujo laminar durante aproximadamente 10 min. Después se re-suspendió el ADN en 50 µL de agua MQ. Una vez obtenido el ADN se procedió a cuantificarlo con el equipo espectrofotómetro nanoprop 1000 con 1.5 µL de muestra.
Para la identificación molecular se realizó la mezcla de los siguientes reactivos para la reacción de PCR (Polymerase chain reaction, por sus siglas en inglés) con un volumen de
22 µL establecido: 12.25 µL H2O MQ, 5 µL buffer 5X, 2 µL MgCl2 (50 mM), 1 µL Oligos (primer’s), 0.5 µL dNTP’s (10 mM),0.25 µL Taq, 1 µL muestra. Se acondicionaron en tubos de eppendorf y se mantuvieron en baño de hielo. Una vez obtenido el DNA de los hongos, se procedió a su amplificación por el método de PCR convencional o punto final de la región intergénica ITs (ITs1-5.8s-ITs-2) del DNA ribosomal, utilizando primer’s universales ITS1 e ITS 4 para hongos. Las condiciones de amplificación utilizadas por el método de PCR que se muestra en el cuadro 5.2 y 5.3. Posteriormente los productos de PCR obtenidos de los hongos fueron enviados a Genewiz Inc (USA), para la secuenciación e identificación de las especies.
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CAPÍTULO 5. MATERIALES Y MÉTODOS
Cuadro 5.2.- Condiciones de la reacción para la amplificación por el método 1 en la prueba de PCR.
Proceso Tiempo Temperatura Inicio 2 min 95 ºC 30 ciclos de: Desnaturalización 1 min 95 ºC Alineación 30 s 50 ºC Extensión 2 min 72 ºC Extensión final 10 min 72 ºC
Cuadro 5.3.- Condiciones de la reacción para la amplificación por el método 2 en la prueba de PCR. Proceso Tiempo Temperatura Inicio 5 min 95 ºC 30 ciclos de: Desnaturalización 1 min 95 ºC Alineación 30 s 56.5 ºC Extensión 1 min 72 ºC Extensión final 10 min 72 ºC
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CAPÍTULO 5. MATERIALES Y MÉTODOS
Una vez que se procedió con la amplificación de los segmentos, los productos de la PCR se analizaron mediante una electroforesis horizontal en gel de agarosa al 1 %, teñido con syber safe (Sigma-Aldrich), utilizando como amortiguador TAE 1X, a 60 volts durante 1 hora y media, en cámara de electroforesis (Bio-Rad). Se cargaron 3.5 µL de muestra de DNA. Las bandas fueron visualizadas mediante un transiluminador de luz UV - visible adaptado a un equipo fotodocumentador Bio - Rad Gel DocTM XR + molecular imager. Para comprobar que las bandas amplificadas correspondían a los fragmentos esperados, se utilizó 1 µL del marcador kbplus de peso molecular de 100 - 1000 pb.
5.9 Contaminación de café tostado (Coffea arábica L.) con hongos micotoxigénicos Las muestras de café tostado soluble se esterilizaron mediante calor húmedo (autoclave) a 121 ºC por 15 min a 15 libras de presión. Una vez esterilizadas se dejaron secar en una campana de flujo laminar durante 1 hora aprox. Después se llevó a cabo la preparación de esporas mediante el cultivo en agar papa dextrosa durante 5 a 7 días de incubación. Posteriormente se adicionaron 10 mL de agua estéril al medio de cultivo y se realizó un barrido con una varilla de vidrio, se filtró con una gasa estéril para retener el micelio y así obtener solamente el líquido filtrado con esporas. El contenido de esporas por mililitro de la suspensión, se determinó utilizando la cámara de Neubauer Loptik Labor y un microscopio LEICA DM500, empleando la siguiente ecuación.
!". %& &'(")*' . &'(")*' ∗ 2.5 . 104 . %56785ó: = +, !". %& 87*%)"' 8":;*%"' Donde: x = Número de esporas observadas en la cámara de Neubauer. 2.5 x 105= Volumen que ocupan los 25 cuadros en la cámara de Neubauer (mL).
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CAPÍTULO 5. MATERIALES Y MÉTODOS
No. de cuadros contados = número de cuadros observados en la cámara de Neubauer. Para ajustar la suspensión a la concentración deseada en esporas mL-1.
Posteriormente para ajustar las suspensiones a las concentraciones deseadas en esporas/mL (1 x 107), se realizaron diluciones con agua destilada estéril (Hernández- Montiel y cols., 2010; Nehad y cols., 2007) de acuerdo a la siguiente ecuación.
V1C1 V2 = C2
Donde: V1 = Volumen final de la solución preparada (mL). C1 = Concentración de la solución requerida (esporas o células mL-1). V2 = Volumen de la solución concentrada (madre) a partir de la cual se prepararon las soluciones de trabajo (mL). C2 = Concentración de la solución madre a partir de la cual se prepararon las soluciones de trabajo (esporas o células mL-1).
Después se inocularon 0.1 g de muestras de café tostado con 5 µL de la solución de esporas del hongo (1.5 x 107 esporas mL-1), hasta una concentración final de 5 x 105 esporas g. Una vez inoculadas, las muestras fueron expuestas a temperatura ambiente en la campana de flujo laminar durante 1 h aprox. con la finalidad de eliminar la humedad extra como resultado durante la inoculación del hongo. Posteriormente las muestras fueron expuestas a energía de plasma frío con los siguientes tiempos 0, 1, 2, 4, 5, 6, 8, 10, 12, 14,
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CAPÍTULO 5. MATERIALES Y MÉTODOS
16 y 18 min, aplicando una potencia de entrada 30 W y un voltaje de salida de 850 voltios, con un flujo de gas helio publicitario (1.5 L/min).
Las muestras irradiadas se diluyeron en 1 mL de agua peptonada (0.1 %), se homogenizaron en stomacher (Model N° STO-400) por 10 segundos, después se realizaron las diluciones con agua peptonada de acuerdo a los tiempos irradiados. Al minuto cero la dilución fue 1:500, y del minuto 1 al minuto 6 la dilución fue 1:100, del minuto 8 al minuto 12 la dilución fue 1:50, y para los tiempos 14 a 18 no se realizaron diluciones adicionales. Se tomó 1 mL de la dilución y se sembró mediante la técnica de vertido en placa en Agar Papa Dextrosa (conteniendo ampicilina al 2 % y rosa de bengala al 0.6 %). Las cajas se incubaron (TERLAB Modelo MAI 60) a 30 °C/48h.
5.10 Contaminación de café tostado (Coffea arábica L.) con OTA En una caja petri se pesó 1 g de café tostado soluble, se le adicionaron 3 mL de agua desionizada y se esterilizó mediante una autoclave durante 15 min (121 ºC). Después el café se inoculó con 2 discos del cultivo de las cepas a evaluar obtenidos a partir de una colonia de 7 días, desarrollada sobre agar papa dextrosa. Este procedimiento se repitió para cada hongo, según se describe en el método recomendado por la Food and Drug Administration (FDA).
Una vez inoculados, las cajas petri se incubaron a 27ºC durante 21 días. Una vez finalizado el período de incubación, se comprobó si las cepas han produjeron la micotoxina de interés (OTA) mediante un método de análisis cromatográfico acoplado a masas que permite identificarlas simultáneamente. Como controles positivos se usaron las cepas Aspergillus steynii FM956458.1 y Aspergillus westerdijikiae KP329736.1, las
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CAPÍTULO 5. MATERIALES Y MÉTODOS
cuales tienen la capacidad para producir OTA.
Posteriormente las muestras fueron expuestas a energía de plasma frío a los siguientes tiempos 0, 1, 4, 8, 12, 16, 20, 24, 30 min a 30 voltios, con un flujo de gas helio publicitario (1.5 L/min). Posteriormente se realizó la cuantificación de OTA por HPLC acoplado a masas mediante el método de Siato y cols. (2012) con modificaciones posteriores.
5.11 Método de cuantificación de OTA por HPLC –MS 5.11.1 Solución de trabajo estándar Se partió de una solución estándar OTA de 10 µg/mL en acetonitrilo (Sigma-Aldrich) y se realizaron diluciones con fase móvil para tener una solución madre de 21 ng/mL.
5.11.2 Fase móvil LC La fase móvil consistió en una mezcla de acetato de amonio 5 mM (disolvente A) y acetonitrilo (disolvente B) a un caudal de 0.200 mL/min en un sistema isocrático (65:35). La fase móvil se filtró con membrana de esteres de celulosa (0.22 µm) y se desgasificó por sistema ultrasónico.
5.11.3 Curva de calibración La curva de calibración se preparó a partir de la solución madre de 21 ng/mL de OTA. Esta solución sirvió para la preparación de las soluciones de estándares (STD) 1.0, 3.0, 5.0, 7.0, 21.0 ng/mL.
Todas las STD fueron preparadas a partir de una dilución con los volúmenes de la fase
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CAPÍTULO 5. MATERIALES Y MÉTODOS
móvil (agua + acetonitrilo, 50 + 50) y a su vez estos fueron filtrados mediante filtros millex de jeringa con membrana de nylon (0.45 µm).
Las condiciones de operación cromatográfica (Agilent Tecnologies 1260) fueron las siguientes: volumen de inyección de 20 µL, flujo isocrático de 0.200 mL/min por 3 min, fase móvil 5 mM de acetato de amonio/acetonitrilo (65/35, v/v), una columna de HPLC fase reversa columna zorbax SB-C18 (2.1 X 50 mm id: 1.8 µm), calentamiento de columna a 40 ºC, una presión de bar 280.
Se prosiguió al análisis de espectrometría de masas en su modo ion positivo con ionización por electrospray (ESI +) para confirmar la identidad OTA, utilizando un cuadrupolo (Agilent Tecnologies 6120).
5.11.4 Extracción de OTA de café tostado Para la extracción de OTA se realizó mediante la técnica de Mounjouenpou y cols. (2007) donde se desarrollaron algunas modificaciones. A 0.5 g de café tostado se le adicionaron 50 mL de solución metanol grado HPLC/bicarbonato de sodio al 3 % (20/80, v/v), los cuales fueron agitados durante 50 min a 60 ºC. Enseguida de la extracción, 10 mL del extracto fueron centrifugados a 3000 rpm por 5 minutos y una alícuota de 5 mL del sobrenadante del centrifugado fue diluido con 40 mL de solución tampón PBS (Solución tampón de fosfato a pH 7.3) y purificado por columna de inmunoafinidad (Ochrastar R). La recuperación de la OTA se realizó con una elución de 6 mL de metanol grado HPLC, posteriormente, el eluyente fue eliminado a sequedad utilizando un rotavapor a una temperatura de 60 ºC. Luego, para eliminar los residuos, se dejaron secando en un horno convencional (40 ºC) por 15 min. El residuo fue re-suspendido con 1 mL de la fase móvil constituida por agua y acetonitrilo (50:50) y finalmente fue cuantificado por HPLC-MS.
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CAPÍTULO 5. MATERIALES Y MÉTODOS
5.11.5 Determinación de OTA La espectrometría de masas se realizó en un cuadrupolo (agilent Tecnologies 6120) equipado con interfaz de electrospray. El análisis fue llevado a cabo en modo positivo (ESI +), utilizando un inyector automático, un termostato de columna y bomba cuaternaria de fase móvil. Las separaciones cromatográficas se realizaron con una columna zorbax SB-C18 (2.1 X 50 mm id: 1.8 µm) a 40 ºC. El volumen de inyección fue de 20 µL. Los parámetros a utilizados fueron los siguientes: gas de secado 9 I/min, presión del nebulizador 25 psi, gas de secado 350 ºC, capilar 3500, fragmentador 95 Ion SIM 404.10.
5.12 Determinación de humedad en café (pérdida de peso) Para realizar la determinación del contenido de humedad en el café tostado (como determinación de la pérdida de masa), se procedió de acuerdo a la NMX-F-139-SCFI 2004. Se colocaron 5 g de la muestra en una cápsula de acero inoxidable (previamente secada durante 24 horas a 100 °C) la cual se introdujo en una estufa a 105 °C por 4 horas. Una vez transcurrido el tiempo, se dejó enfriar en un desecador por 30 min y posteriormente se pesó y por diferencia de pesos se realizó el cálculo del porcentaje de humedad.
Los cálculos se realizarán con la siguiente fórmula:
% Humedad = +< - += *100 / +< - +>
Donde: mo: masa en gramos de la cápsula sin tapa. m1: masa, en gramos de la cápsula con tapa y la muestra antes del secado.
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CAPÍTULO 5. MATERIALES Y MÉTODOS
m2: masa, en gramos de la cápsula con tapa y la muestra después del secado.
5.13 Actividad de agua (aw) La actividad de agua se determinó por medio de un higrómetro de la marca AquaLab series 3 (Decagon Devices, Inc), previamente calibrado con una solución saturada de NaCl (grado reactivo) y agua destilada.
5.14 Color Se realizó en el colorímetro MINOLTA CR300, utilizando la escala de Hunter donde se obtuvieron los parámetros de L, a, b. Los datos se reportaron de la siguiente manera (www.hunterlab.com, 2017):
L* = luminosidad C* = croma (grado de saturación) C* = (* ∗)= + (B ∗)= h = ángulo de tono
E∗ h = tan CD< F∗ Para calcular la diferencia de color (∆E) se utilizó la siguiente ecuación: ∆H = (∆,)= + (∆*)= + (∆B)= Donde: L = luminosidad (0=negro, 100=blanco). a = rojo-verde (los valores positivos son rojos, los negativos son verdes y 0 es neutro). b = azul-amarillo (los valores positivos son azules, los negativos son amarillos y 0 es neutro).
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CAPÍTULO 5. MATERIALES Y MÉTODOS
5.15 Evaluación sensorial La evaluación sensorial se llevó a cabo en el laboratorio de análisis sensorial en el Laboratorio Integral de Investigación en Alimentos (LIIA), contando con la participación de 40 jueces no entrenados. Se analizaron muestras de café natural (1:4 p/v) adicionado con 5 % azúcar, tratadas con plasma frío (30 min con gas helio 1.5 L/min a 30 w de potencia de entrada y voltaje de salida de 850 voltios). La primera prueba consistió en un ensayo sensorial triangular, se presentaron tres muestras codificadas simultáneamente. Dos de ellas son idénticas entre si y una de formulación diferente. El juez identificó cuál de las tres es la muestra diferente. Posteriormente analizaron la prueba de nivel de agrado (también llamada escala hedónica), evaluando la muestra C201(tratamiento con plasma frío de barrera dieléctrica irradiada a 30 min) y la muestra C685 (sin tratamiento de plasma frío). Los panelistas calificaron los siguientes parámetros: apariencia, color, sabor, olor, aceptabilidad general. Los resultados obtenidos se analizaron con una escala hedónica estructurada del 1 al 9 (1.-me disgusta muchísimo, 2.-me disgusta mucho, 3.-me disgusta moderadamente, 4.- me disgustas un poco, 5.-Ni me gusta ni me disgusta, 6.-Me gusta un poco, 7.-Me gusta moderadamente, 8.-Me gusta mucho, 9.-Me gusta muchísimo), según su preferencia (Kumar y cols., 2012; Pedrero y Pangbron, 1989; Nava, 2012).
5.16 Evaluación de actividad antioxidante La capacidad antioxidante se determinó por el método propuesto por Re y cols. (1999), ésta se determinó en los sobrenadantes resultantes de la extracción de polifenoles, por
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CAPÍTULO 5. MATERIALES Y MÉTODOS
medio del método de ABTS (2,2'-azino-bis- (3-etil benzotiazolin-6-sulfonato de amonio). Se preparó una solución de ABTS 7 mM a la que se le agregó el persulfato de potasio (2.42 mM) y se mantuvo en la oscuridad a temperatura ambiente durante 14 h. La solución se ajustó con tampón fosfato a una absorbancia de 0.700 ± 0.02. Se utilizó Trolox como estándar y metanol como blanco. Los extractos de las muestras (10 µl) se leyeron en un lector de microplaca (Biotek, Synergy HT, Winooski, VT, USA) con capacidad de 300 µL y se añadieron 280 µL del radical ABTS. Luego se incubó a 37 ºC en la oscuridad y se procedió a su lectura durante 6 min a 754 nm. Se preparó una curva de calibración usando una solución acuosa de Trolox como estándar. Los resultados fueron expresados en mmol de trolox por 100 g de muestra húmeda.
5.17 Determinación de fenoles totales
5.17.1 Extracción acuosa orgánica de polifenoles Se pesaron 0.5 g de muestra a los cuales se le adicionaron 20 mL de solución metanol acidificado (0.8 M HCl, 50:50, v/v) y se agitó durante 1 h a temperatura ambiente. Transcurrido el tiempo de agitación, se centrifugó a 6000 rpm (4 ºC) por 15 min para obtener el sobrenadante, al residuo restante se le añadieron 20 mL de solución acetona (70:30, v/v) y nuevamente se agitó. Se centrifugó y recolectó el sobrenadante el cual se aforó con una solución acetona (50:50, v/v) (Pérez y cols., 2008).
5.17.2 Análisis cuantitativo de polifenoles extraíbles La cuantificación de los polifenoles extraíbles se realizó de acuerdo a la técnica establecida por Montreau (1972), modificado por Mercado y cols. (2015). Se colocaron en
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CAPÍTULO 5. MATERIALES Y MÉTODOS
un tubo de ensayo 250 µL del extracto y se agregaron 1000 µL de solución carbonato de sódio (7.5, v/v) y 1250 µL de reactivo de Folin-Ciocalteu. Posteriormente se agitó y se dejó reposar en baño maría durante 15 min. Transcurrido el tiempo, se tomó una alícuota (270 µL) y depositó en una placa de 96 pocillos para tomar la lectura en un lector de microplacas (Biotek, Synergy HT, Winooski, VT, USA) para la detección espectrofotométrica multimodo y un programa Gen5. La curva de calibración se realizó a partir de la solución patrón de ácido gálico. Los resultados se expresaron en mg equivalentes de ácido gálico (mg EAG/100g bs).
5.18 Determinación del perfil aromático de café tostado Se llevó a cabo mediante la técnica de microextracción en fase sólida utilizando un cromatógrafo de gases marca Agilent Technologies 7890A acoplado a un detector de masas y un analizador de trampa de iones marca Agilent Technologies 240, utilizando una columna capilar de sílica fundida CP-Wax, con una longitud de 60 m y 0.25 µm de diámetro. El gas acarreador utilizado fue helio con un flujo de 1.6 mL/min. La temperatura del inyector fue de 250 ºC. Se empleó una fibra Divinilbenceno/carboxen/ polidimetilsiloxano (DVB/CAR/PDMS) con diámetro de 50/30 µm y 2 cm de largo (Akiyama y cols., 2008).
Las condiciones de operación del cromatógrafo de gases acoplado a detector de masas con un analizador de trampa de iones (GC/MS) se muestran en el siguiente cuadro (5.4).
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CAPÍTULO 5. MATERIALES Y MÉTODOS
Cuadro 5.4.- Condiciones de operación del cromatógrafo de gases acoplado a un detector de masas (trampa de iones) para la determinación del perfil aromático de café tostado y análisis del coeficiente de actividad.
Temperatura Velocidad Tiempo total (ºC) (ºC/min) (Min) 50 2 2 104 0 20 220 0 88
Para el aislamiento de compuestos volátiles se utilizó el método de microextracción en fase sólida (SPME), se pesaron 0.5 g de café en polvo y se adicionó 1.6 mL de agua desionizada y 0.1 g NaCl, se incubó a 40 ºC durante 30 min con agitación constante con la finalidad de alcanzar el primer equilibrio termodinámico entre el espacio de cabeza y la muestra. Una vez transcurrido el primer tiempo de equilibrio se insertó la aguja de la jeringa SPME y se expuso la fibra en el espacio libre de cabeza dentro del vial durante 30 min (con agitación), en este tiempo se alcanzó el segundo equilibrio entre el espacio de cabeza y la fibra. Después se extrajo la fibra y se inyectó la muestra inmediatamente al cromatógrafo de gases Agilent Technologies 7890A acoplado a un detector de masas (trampa de iones), exponiendo la fibra durante 10 min. Esta técnica se llevó a cabo de acuerdo con la metodología reportada por Sánchez y cols. (2011), con algunas modificaciones.
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CAPÍTULO 5. MATERIALES Y MÉTODOS
5.19 Identificación de los compuestos aromáticos de café tostado La identificación de los compuestos aromáticos se realizó en un cromatógrafo de gases Agilent Technologies 7890A; con la biblioteca NIST por comparación de cada espectro de masas con los espectros de compuestos auténticos o con espectros de acuerdo a la biblioteca de referencia.
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CAPÍTULO 6. RESULTADOS Y DISCUSÍON
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CAPÍTULO 6. RESULTADOS Y DISCUSIÓN
CAPÍTULO 6. RESULTADOS Y DISCUSÍON
6.1.- Determinación de hongos potencialmente micotoxigénicos en café (Coffea arábica L.) de Nayarit
6.1.1 Introducción al tema El café es uno de las bebidas más populares del mundo y su comercialización ha crecido de manera constante. Desafortunadamente, frecuentemente presenta contaminación por hongos micotoxigénicos, principalmente de los géneros Aspergillus y Penicillium. Estos pueden estar presentes en diferentes etapas: cultivo, cosecha, procesamiento, transporte y almacenamiento. La OTA es una micotoxina que se encuentra de forma natural en diversos productos alimenticios, como café verde, café tostado y/o café instantáneo. La Agencia Internacional del Cáncer ha clasificado la OTA en el grupo 2B de sustancias, lo que significa que es posiblemente carcinógeno para el ser humano por sus propiedades carcinogénicas, mutagénicas, teratogénicas siendo específicamente nefrotóxica e inmunotóxica. De acuerdo con el reglamento de la comisión europea los niveles máximos permitidos de OTA son 5 µg/kg para granos de café tostado y café molido, y 10 µg/kg para café soluble.
Por todo lo anterior, se llevó acabo el aislamiento de cepas productoras de micotoxinas en café tostado (Coffea arabica L.) de Nayarit. La identificación preliminar de los hongos aislados se realizó mediante claves taxonómicas basadas en características macroscópicas (color, tamaño y forma) y microscópicas (morfología, tamaño de conidios y morfología de conidióforo). Después se identificaron por técnicas moleculares de PCR convencional utilizando iniciadores universales ITS1 e ITS4 para hongos. Una vez identificados los
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CAPÍTULO 6. RESULTADOS Y DISCUSIÓN
hongos micotoxigénicos, se evaluó la capacidad de producir micotoxinas durante 21 días (27 ºC), se utilizo la técnica de cromatografía líquida acoplado a detector de masas
(HPLC-MS) para la identificación de OTA y en el caso de aflatoxinas (AFB1, AFB2,
AFG2, AFG1) un equipo HPLC con detector de fluorescencia.
Se aislaron e identificaron morfológicamente 22 cepas de hongos del genero Aspergillus y Penicillium. De las cuales sólo 3 cepas evidenciaron la producción de OTA. El análisis de la secuencia de la región (ITS1–5.8S-ITS2 del rDNA) demostró que las cepas aisladas y que produjeron OTA en café tostado fueron A. niger, A. versicolor y Byssochlamys spectabilis, los cuales produjeron OTA en café tostado.
Por lo tanto, este estudio sugiere la necesidad de mejorar las buenas prácticas de manufactura en toda la producción de café para prevenir o reducir la presencia de hongos toxigénicos. Además, la formación de micotoxinas implica la necesidad de desarrollar y aplicar tecnologías efectivas para la detoxificación en los productos de café.
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Determination of potentially mycotoxigenic fungi in coffee (Coffea arabica L.) from Nayarit
Mycotoxigenic fungi in Nayarit’s roasted coffee
ABSTRACT
A total of fourteen roasted coffee samples were collected from different local markets in Nayarit, Mexico. Twenty-two fungi isolates were related to the genera Aspergillus (54.54%) and Penicillium (4.5%). The strains R16 (0.33 g/kg), 6N (1.16 g/kg) and 11 (0.36 g/kg) tested positive for OTA (ochratoxin A) production in PDA, the other fungi samples were not toxigenic. According to the sequence analysis of their ITS1-5.8S-ITS2- rDNA region, fungi OTA producers correspond to A. niger, A. versicolor and Byssochlamys spectabilis. These three strains were able to produce OTA when inoculated in roasted coffee in concentrations ranging from 75 to 90 g/kg, after 21 days. Different production stages of roasted coffee (crop management, postharvest practices and storage) along with environmental conditions do not ensure mycotoxigenic fungi free products. This is the first report of OTA natural occurrence in roasted coffee from Nayarit.
Keywords: Roasted Coffee, Byssochlamys spectabilis, toxigenic fungi, ochratoxin A, immunoaffinity column.
Introduction Coffee is one of the most widely-consumed food products, with an important economic and cultural role. However, coffee beans, like other crops, can be contaminated by microorganisms during the different stages of growing, harvesting, processing, transport
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CAPÍTULO 6. RESULTADOS Y DISCUSIÓN
and storage. Many studies have revealed that important toxigenic fungal genera (Aspergillus and Penicillium) are natural coffee contaminants [1-3]. OTA is a mycotoxin naturally found in various food products including green coffee beans, roasted coffee and instant coffee [2]. This mycotoxin produced by toxigenic fungi has been shown to exhibit hepatotoxic, nephrotoxic, teratogenic, and carcinogenic properties [4]. The International Agency for Research on Cancer (IARC) classified OTA as carcinogenic for humans (group 2B) [5, 6]. According to the European Commission Regulation [7], the maximum levels for OTA are 5 µg/kg for roasted coffee beans and ground roasted coffee, and 10 µg/kg for soluble coffee [8].
One of the main economic activities in Nayarit is coffee production. Environmental conditions such as high temperatures and humidity favor fungal development in coffee beans. De Lourdes et al. [9], reported the presence of OTA in 70% of green coffee samples with an average concentration of 30.1 µg/kg. Franco et al. [10] detected OTA from 4.90 to 37.73 µg/kg and total aflatoxins were found from 1.51 to 1.93 µg/kg. It was found that four out of the 21 samples in Panamanian exportation coffee tested positive for OTA and three tested positive for presence of total aflatoxins. These findings highlight the importance of determining the presence of potential ochratoxin and aflatoxin producing fungi in roasted coffee beans (Coffea arabica L.) from Nayarit, an important coffee producer in Mexico.
Materials and methods
Roasted Coffee
Experiments were carried out using 14 ground roasted coffee samples (Coffea arabica L.)
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CAPÍTULO 6. RESULTADOS Y DISCUSIÓN
from different local markets in Nayarit, Mexico.
Identification of fungal isolates
Two methods were employed for fungal isolation. In the first method, processed coffee beans were plated directly onto filter paper moistened with sterile distilled water. The beans were collected randomly from each coffee bean sample; they were then disinfected by immersion in a 1% hypochlorite solution for 2 min (w/v). The beans were then put on the surface of potato dextrose agar (PDA) medium and Rose-Bengal (1/15000) was added as a bacteriostatic agent. Plates were incubated at 28°C for 7-10 days [11]. In the second method, ten grams of ground roasted coffee were transferred to a wide mouth reagent bottles containing 90 ml sterile distilled water. The bottles were shaken for 15 min. This gave an approximate dilution of 1/10. Sterile dilutions from 1/100 to 1/10000, were made using test tubes containing 9 ml sterilized distilled water. One ml of each selected dilution was put in a sterile petri dish and 10 ml of the medium (Czapek Yeast Extract Agar, Malt Extract Agar, Czapek Dox Agar) were poured, the plate was then gently moved for homogeneous distribution. The plates were incubated at 28ºC for 7 to 14 days. Bacterial growth was inhibited by using streptomycin (300 ppm). Sodium bicarbonate (NaHCO3) was added to 50% of the plates in order to substantially inhibit growth of A. niger [12].
Isolates were purified on Czapek Yeast Extract Agar. The fungi were allowed to grow at 25°C for 7 days, and were then pre-identified following the traditional morphological methods. Macroscopic (mycelium type, color and growth type) as well as microscopic optical characteristics (at 40x, mycelium type, conidiophores morphology and spore morphology) were considered for identification [13, 14].
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CAPÍTULO 6. RESULTADOS Y DISCUSIÓN
Ochratoxin and Aflatoxin production ability of the isolates
Mycotoxin production by isolated fungal strains was determined using HPLC following the methodology described by Mounjouenpou et al. [15]. After 10 days of incubation on PDA agar (25ºC), direct extraction was carried out on 3 agar discs taken from the center of the colony. Extraction was carried out in 2.5 mL of solvent (methanol/formic acid 25:1 v/v) for 15 min in an ultrasound bath.
The production of OTA was detected and quantified by reversed phase high (zorbax SB- C18 2.1 X 50 mm id: 1.8 µm) HPLC with electrospray ion (ESI) MS (Agilent Technologies), in ionization mode, positive mode capillary 3500 V, nebulizer 25 psi (nitrogen), dry gas nitrogen at 9 L/min, dry gas temperature 350ºC, fragmentor voltage 95; selected ion monitoring (SIM), m/z 404 (OTA). The mobile phase (5 mM ammonium acetate / acetonitrile, 65: 35 at 40ºC) was pumped at a rate of 0.2 mL/min. The injection volume was 20 µL and the retention time was around 4±1 min.
In all cases, aflatoxin B1 (AFB1), aflatoxin B2 (AFB2), aflatoxin G2 (AFG2), aflatoxin G1
(AFG1) were quantified on extracts by HPLC with fluorometric detection (Shimadzu LC- 10 ADVP, Japan) [1]. The operating conditions were as follows: 100 µL injection loop, C18 reverse phase HPLC column, ODS 5 µm (Supelco, Interchim, Montluçon, France) with an identical pre-column thermostatically controlled at 35 °C, an isocratic flow of 1 mL/min, an excitation wavelength of 362 nm and an emission wavelength of 425nm were used. Aflatoxins were carried out with potassium bromide. Contents were calculated from a calibration curve established from a standard (1 µg/mL; ref PD 226 R. Biopharm Rhône Ltd, Glasgow, UK).
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CAPÍTULO 6. RESULTADOS Y DISCUSIÓN
PCR Identification
Fungi were grown in Potato Dextrose Agar at 28ºC for 5 to 7 days. DNA extraction was then performed according to the protocol proposed by Sambrook and Russell [16]. PCR was conducted using the primers ITS1 (ITS1-5, 8s-ITS-2) of ribosomal DNA using universal primers ITS1 (5’CAACTCCCAAACCCCTGTGA-3’) and ITS4 (5’- GCGACGATTACCAGTAACGA-3’) for molds [17]. Two amplifications were carried out in a Technethermocycler (iCycler Biorad, USA). Thermal cycling parameters for first amplification were: initial denaturation at 95ºC for 2 min, followed by 30 cycles of heat denaturation at 95ºC for 1 min, annealing at 50ºC for 30 s, extension at 72ºC for 2 min and final extension at 72ºC for 10 min. Thermal cycling parameters for second amplification were: initial denaturation at 95ºC for 5 min, followed by 30 cycles of heat denaturation at 95ºC for 1 min, annealing at 56.5ºC for 30 s, extension at 72ºC for 1 min and final extension at 72ºC for 10 min. PCR products from these amplifications were separated by electrophoresis on 1% (w/v) agarose gel, stained in syber safe (Sigma-Aldrich), the sample was mixed with buffer TAE 1X. A molecular marker from 100 to 1000 bp was used. Electrophoresis was performed under the following conditions: 1 h and 30 min, 60 volts and 400 mA. PCR products were visualized using a UV transilluminator (UVP BioDoc-IT Imaging System, USA). The PCR products were sent to GENEWIZ Inc. (USA), for sequencing and species identification. The results were analyzed using the BLAST (The Basic Local Alignment Search Tool) of NCBI (National Center for Biotechnological Information) with the support of Codon Code Aligner 2.0 editing program sequences.
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OTA production by fungi isolates
Isolates of A. niger, A. versicolor and Byssochlamys spectabilis were grown on PDA, at 27ºC for 7 days. Secondly, deionized water (3 ml) was added to each coffee sample (1 g) and autoclaved at 121°C for 15 min. The coffee was inoculated with 2 culture discs of the strain [18]. After 21 days, OTA production was detected and quantified by HPLC system 1260 series Agilent Technologies model consisting of a quaternary pump, autosampler, a column thermostat and a Quadrupole detector (6120).
OTA production was analyzed according to Mounjouenpou et al. [19] with some modifications. Samples were extracted for 50 min (60ºC) with a solution of methanol/ 3% sodium bicarbonate (20:80), the extracts were filtered and diluted with phosphate-buffered saline and applied to an immunoaffinity column (Ochrastar R). OTA was eluted with 6 mL HPLC grade methanol. The eluate was evaporated to dryness (3 min) under an oven at 70°C, re-dissolved in 1 mL of HPLC mobile phase water/acetonitrile (50/50, v/v) and then quantified by LC-MS.
Chromatographic and spectrometric conditions
Chromatographic separation was performed on a zorbax SB-C18 (2.1 X 50 mm id: 1.8 µm) column (Agilent Technologies) using a mobile phase of 5 mM ammonium acetate/ acetonitrile (65/35, v/v) at 40ºC with a flow rate of 0.2 mL/min for 3 min run. The detection of OTA was performed in LC- MS system model 6120 series LC quadrupole equipped with an electrospray ion (ESI) MS (Agilent Technologies), in ionization mode, positive mode (capillary 3500 V, nebulizer 25 psi (nitrogen), dry gas nitrogen at 9 L/min, dry gas temperature 350ºC, fragmentor voltage 95); selected ion monitoring (SIM), m/z
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404 (OTA) [20].
Results and Discussion
Isolation and identification of fungi
Macroscopic and microscopic presumptive identification revealed two fungal genera: Aspergillus and Penicillium. Aspergillus was predominant in roasted coffee samples with a recovery of 95.43% and Penicillium with 4.54%. From the 22 isolates, the predominant species determined by dichotomous characters were Aspergillus ochraceus (4.54%), Aspergillus carbonarius (4.54%), A. niger (27.27%), Aspergillus fumigatus (4.54%) and other Aspergillus spp. (54.54%). Aspergillus spp. propagules get on grain in different ways, most often with dust from soil, from the surface of plant remnants during harvesting, transportation, storage, and processing [21]. It has great metabolic versatility and ability to disperse conidia in the environment to such an extent that it can sustain growth even under adverse conditions such as low humidity and low water activity [22].
Table 1 shows the production of mycotoxins by isolates from roasted coffee beans inoculated in PDA. Three fungi isolates produced OTA. Strain 11 with a concentration of 0.36 µg/kg, R16 with 0.33 µg/kg and 6N with 1.16 µg/kg mycelium. No OTA or aflatoxin were detected in the rest of the isolates.
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CAPÍTULO 6. RESULTADOS Y DISCUSIÓN
Table 1. Relationship between levels of contamination of aflatoxin B1 (AFB1), aflatoxin
B2 (AFB2), aflatoxin G2 (AFG2), aflatoxin G1 (AFG1) and ochratoxin A (OTA) and toxigenic filamentous fungi in roasted coffee beans.
AFG1 AFG2 AFB1 AFB2 OTA Strain (µg/kg) (µg/kg) (µg/kg) (µg/kg) (µg/kg)
A ND ND ND ND ND A-B ND ND ND ND ND 2B ND ND ND ND ND R5 ND ND ND ND ND R10 ND ND ND ND ND R11 ND ND ND ND ND R14 ND ND ND ND ND R15 ND ND ND ND ND R161 ND ND ND ND 0.33 R17 ND ND ND ND ND R18 ND ND ND ND ND 2 ND ND ND ND ND 3 ND ND ND ND ND 4 ND ND ND ND ND 5 ND ND ND ND ND 6N2 ND ND ND ND 1.162 7 ND ND ND ND ND
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8-2 ND ND ND ND ND 9 ND ND ND ND ND 10 ND ND ND ND ND 113 ND ND ND ND 0.36 V ND ND ND ND ND ND—not detectable. 1A. niger, 2Byssochlamys spectabilis, 3A. versicolor
Therefore, as was observed, the strains vary in their capacity to produce OTA, as well as in the quantity produced. This is because fungal growth occurs under favorable environmental conditions and is associated with the production of a wide range of secondary metabolites. There are more important factors that rule the growth of fungi and the production of mycotoxins such as the amount of nutrients available, the ambient temperature, water activity and available oxygen [23]. In spite of OTA being a stable metabolite, in some cases OTA content decreased considerably as incubation time increased or just at the final incubation time. Some authors have suggested that this may be due to the fact that the strains remove and assimilate the phenylalanine moiety from the OTA molecule as well as nitrogen sources in the culture media when they become exhausted [24].
Fungal growth and mycotoxin production are influenced by numerous abiotic and biotic parameters and their complex interactions. Water availability is probably the single most important factor affecting germination, growth and establishment of fungi on nutrient rich substrates. The second most important is temperature (22–30ºC) [8, 25]. It has been shown
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CAPÍTULO 6. RESULTADOS Y DISCUSIÓN
that both factors influence interactions between different mycotoxigenic and non- mycotoxigenic fungi [26]. The next most important factors for mycotoxin production and mold growth are high moisture content (20–25%) and high relative humidity (70–90%) [8].
The strains that tested positive for OTA production were molecularly analyzed, the amplification of the ITS1-5.8S-ITS2 region of rDNA from the two relevant Aspergillus strains generated PCR products of 550 bp and were detected as A. niger and A. versicolor (Fig. 1).
Fig. 1
Figure 1. Amplification of ITS1-5.8S-ITS2 rDNA region from mycotoxigenic fungi isolated from roasted coffee from Nayarit, Mexico. A) Molecular weight marker, 1KB plus DNA ladder (Invitrogen)., B) A. niger., C) A. versicolor., D) Molecular weight marker, 1KB plus DNA ladder (Invitrogen)., E) Byssochlamys spectabilis.
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CAPÍTULO 6. RESULTADOS Y DISCUSIÓN
Another PCR product of 500 bp was observed and identified as Byssochlamys spectabilis
(Fig. 1).
Sequences reported at BLAST v2.3.0 (Basic Local Alignment Search Tool http://www.ncbi.nlm. nih.gov/) at the National Center for Biotechnology Information, NCBI, USA, were used to compare the obtained sequences (Table 2).
Table 2. Sequence homology of toxigenic fungi isolated from coffee (Coffea arabica L.), according to N.C.B.I. (National Center for Biotechnology Information).
Strain Homology Sequence Access number R16 95% 1 tacgagcgcg aggtctttgg gccacctccc atccgtgtct JN226991.1 A. niger attgtaccct gttgcttcgg 61 cgggcccgcc gcttgtcggc cgccgggggg gcgcctctgc cccccgggcc cgtgcccgcc 121 ggagacccca acacgaacac tgtctgaaag cgtgcagtct gagttgattg aatgcaatca 181 gttaaaactt tcaacaatgg atctcttggt tccggcatcg atgaagaacg cagcgaaatg 241 cgataactaa tgtgaattgc agaattcagt gaatcatcga gtctttgaac gcacattgcg 301 ccccctggta ttccgggggg catgcctgtc cgagcgtcat
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CAPÍTULO 6. RESULTADOS Y DISCUSIÓN
tgctgccctc aagcccggct 361 tgtgtgttgg gtcgccgtcc ccctctccgg ggggacgggc ccgaaaggca gcggcggcac 421 cgcgtccgat cctcgagcgt atggggcttt gtcacatgct ctgtaggatt ggccggcgcc 481 tgccgacgtt ttccaaccat tctttccagg ttgacctcgg
11 99% 1 tccgtaggtg aacctgcgga aggatcatta ctgagtgcgg NR_131277.1 A. versicolor gctgcctccg ggcgcccaac 61 ctcccacccg tgactaccta acactgttgc ttcggcgggg agccctctcg ggggcgagcc 121 gccggggact actgaacttc atgcctgaga gtgatgcagt ctgagtctga atataaaatc 181 agtcaaaact ttcaacaatg gatctcttgg ttccggcatc gatgaagaac gcagcgaact 241 gcgataagta atgtgaattg cagaattcag tgaatcatcg agtctttgaa cgcacattgc 301 gccccctggc attccggggg gcatgcctgt ccgagcgtca ttgctgccca tcaagcccgg 361 cttgtgtgtt gggtcgtcgt cccccccggg ggacgggccc gaaaggcagc ggcggcaccg 421 tgtccggtcc tcgagcgtat ggggctttgt cacccgctcg atttagggcc ggccgggcgc 481 cagccgacgt ccaaccattt ttcttcaggt tgacctcgga
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CAPÍTULO 6. RESULTADOS Y DISCUSIÓN
tcaggtaggg atacccgctg 541 aacttaagca tatcaataag cggaggaaaa gaaaccaacc gggattgccc c
6N 100% 1 ctgcggaagg atcattaccg agtgagggtc cctcggggcc KC157703.1 Byssochlamys caacctccca tccgtgttgt spectabilis 61 cctgacacct gttgcttcgg cgggcccgcc gtggttcacg ccccggccgc cggggggttc 121 acgcccccgg gcccgcgccc gccgaagacc cctggaacgc tgcctggaag gttgccgtct 181 gagtatacaa tcaatcaatt aaaactttca acaacggatc tcttggttcc ggcatcgatg 241 aagaacgcag cgaaatgcga taagtaatgt gaattgcaga attccgtgaa tcatcgaatc 301 tttgaacgca cattgcgccc cctggcattc cggggggcat gcctgtccga gcgtcattgc 361 taaccctcca gcccggctgg tgtgttgggc cgccgtcccc ccccccgggg gacgggcccg 421 aaaggcagcg gcggcgtcgc gtccggtcct cgagcgtatg gggctttgtc acacgcttca 481 gtagaaccgg ccggcttgct ggccacacga ccttcacggt cacctatatt tctcttaggt 541 tgacctcgga tcaggtaggg atacccgctg aacttaagca tatcaataag cg
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The strain A. niger presented a colony on CYA 65.6 ± 1.75 mm (7 days/25ºC); conidia coffee brown to black and white mycelium. Its texture is irregular, plane and velvety; reverse pale yellow; it formed radial furrows very close to each other. The conidial heads were smooth and pigmented brown, vesicle is globose and produces phallus around it, phialides are biseriate and conidia are globose and smooth. Conidiophore size is 538.03 ± 113.34 µm x 6.5 ± 0.30 µm, phialides 7.9 ± 1.00 µm x 3.36 ± 0.25 µm, vesicles 44.7± 10.25 µm, conidia 4.5 ± 0.05 µm (Fig. 2).
The morphological characteristics of A. versicolor show colony diameter on CYA, 14 ± 1.80 mm (7 days/25ºC). The colonies were initially colored white, though they gradually turned grayish-green with white edges, granular shape, convex elevation, rough texture. Reverse is brownish orange or reddish brown. No exudates. Conidiophore were smooth to slightly rough walls. The conidia head is biseriate, phialides radially cover the vesicle. Conidia are spherical. Conidiophore size is 370.91 ± 220.01 x 9.82 ± 3.73 µm, vesicle 24.33 ± 0.90 µm, conidia 2.6 ± 0.2 µm. Another fungal species detected was Byssochlamys spectabilis whose colony diameter on CYA was 78.43 ± 3.30 mm, plane and filamentous (7 days/25ºC). The colonies are pale yellow - brown, dusty texture with white border. Reverse is white color. No exudates. Conidiophores biverticilate and have smooth and thick wall. Conidia are ellipsoidal. Conidiophore size is 173.09 ± 110.01 x 3.1 ± 1.1 µm, phialides 21.30 ± 3.06 µm x 2.5 ± 3.0 µm, conidia 4.23 ± 0.25 µm (Fig. 2).
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Fig.2
Figure 2. Mycotoxigenic fungi isolated from roasted coffee. 1) A.niger colonies on CYA, 2) A.versicolor on CYA, 3) Byssochlamys spectabilis on CYA. A) macroscopic morphology, B) optical microscopic 40x.
Gautam and Bhadauria [27] characterized at the molecular level the identification of mycoflora associated with Aspergillus species in samples of Triphala churn and ingredients (mixture of dry fruits of medicinal plants: Embilica officinalis, Terminalia bellirica, Terminalia chebula) and obtained the amplified product of 500, 700 and 1110 bp for A. versicolor.
According to the identification, only the strain of A. niger produced OTA in the analyzed sample of roasted coffee, the production of OTA in coffee by A. versicolor has not been reported before, but it has been reported in wheat, where the strain produced 0.01 to 0.07 µg/g [28].
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In this study, Byssochlamys spectabilis was first identified in roasted coffee using primers ITS1 and ITS4 amplified with 500 bp approximately. Byssochlamys species are abundant in soil and recognized as important spoilage molds in fruit and fruit products [29]. Byssochlamys spectabilis (anamorph P. variotii s.s.) commonly occurs in air, compost, various foodstuffs (including pasteurized fruit juices, rye bread) [30]. In general, this fungus can survive considerable periods of heat above 85°C and can grow under very low oxygen conditions, produce mycotoxins such as vomitoxin and deoxynivalenol; the production of OTA by this strain had not been reported before [30, 31].
The occurrence of OTA in all inoculated roasted coffee samples demonstrates fungi isolated may produce this mycotoxin in this kind of food product. A mycotoxin may be produced by several different fungi (Table 3, Fig. 3). The mycotoxigenic potential depends on species and strain of fungus, matrix composition and environmental factors (temperature and moisture).
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CAPÍTULO 6. RESULTADOS Y DISCUSIÓN
Table 3. Level of OTA production (µg/kg) for A. niger, A. versicolor and Byssochlamys spectabilis.
OTA production (µg/kg)
Isolate Coffee medium
A. niger 91.03
A. versicolor 76.74
Byssochlamys spectabilis 81.97
Fig. 3
Figure 3. LC – MS chromatograms – (a) standard solution (OTA 0.021 µg/ml), roasted coffee sample contaminated with: (b) A. niger, (c) A. versicolor, (d) Byssochlamys spectabilis.
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According to these results, it can be concluded that the fungi with the potential to produce OTA in roasted coffee samples (Coffea arabica L.) are A. niger, A. versicolor and Byssochlamys spectabilis. It was also observed that once a toxigenic strain was isolated from a coffee sample, they were able to produce OTA in roasted coffee samples. The presence of toxigenic strains implicates a great risk of OTA presence.
OTA is a stable compound not destroyed by common food preparation procedures. Temperatures above 250°C for several minutes are necessary to reduce the concentration of this toxin [32]. Roasting treatment for green coffee at 200ºC for 20 min reduced levels of OTA by only 0 – 12% in the dried whole beans [33]. Therefore, there is a high chance that the population get contaminated by this toxin, since the roasting of coffee does not assure its total destruction. Consequently, a cup of coffee could contain high amounts of ochratoxin. Because of its high affinity with plasma proteins, their persistence in the organism (average 840 hours) is ensured [34]. OTA is efficiently absorbed from the gastrointestinal tract, mainly in the small intestine and distributed via the blood, mainly to the kidneys, with lower concentrations found in liver, muscle and fat. Specific transporters may be involved in the cellular uptake of OTA into the kidney, where it accumulates. OTA could be implicated in the pathogenesis of some renal diseases including kidney tumors and chronic interstitial nephropathy [35].
Good manufacturing practices and hygiene throughout the coffee production and processing chain is highly recommended in order to reduce the risk of contamination of processed coffee. Furthermore, the OTA presence risk implies the necessity to develop effective technologies to detoxify coffee products.
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In Mexico, there are no legal limits established for ochratoxin contamination and there are few studies on the occurrence of OTA in foods and beverages. More research is necessary to evaluate the real exposure of the population to this mycotoxin through the ingestion of contaminated food.
Acknowledgements This study was carried out with the support of the “Tecnologico Nacional de Mexico” (Project No. 5851.16-P). The authors thank CONACYT (Mexico) for the scholarship granted to Paloma Patricia CASAS-JUNCO.
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