UNIVERSIDAD MAYOR DE SAN ANDRÉS

FACULTAD DE AGRONOMÍA

CARRERA INGENIERÍA AGRONÓMICA

TESIS DE GRADO

PROPAGACIÓN VEGETATIVA DE ESQUEJES DE QUEÑUA (Polylepis besseri Hieron) EN BASE A LA APLICACIÓN DE DOS ENRAIZADORES NATURALES Y TRES TIPOS DE SUSTRATOS EN EL VIVERO DE LA COMUNIDAD DE HUANCANÉ.

Presentado por:

MARÍA ELISA QUISPE CALLISAYA

La Paz – Bolivia

2013

UNIVERSIDAD MAYOR DE SAN ANDRÉS FACULTAD DE AGRONOMÍA CARRERA DE INGENIERÍA AGRONÓMICA

PROPAGACIÓN VEGETATIVA DE ESQUEJES DE QUEÑUA (Polylepis besseri Hieron) EN BASE A LA APLICACIÓN DE DOS ENRAIZADORES NATURALES Y TRES TIPOS DE SUSTRATOS EN EL VIVERO DE LA COMUNIDAD DE HUANCANÉ.

Tesis de Grado presentado como requisito

parcial para optar el Titulo de

Ingeniero Agrónomo.

MARÍA ELISA QUISPE CALLISAYA

Asesores:

Ing. Ramiro Mendoza Nogales ………………………

Ing. Javier Gonzalo Quiroga Aguilar ………………………

Comité Revisor:

Ph.D. Felix Marza Mamani ………………………

Ing. Msc. Hugo Bosque Sanches ..….………………….

Ing. Rafael Murillo Garcia ......

APROBADA

Presidente Tribunal Examinador ………………………………………………

DEDICATORIA Al creador de todas las cosas, el que me ha dado fortaleza para continuar cuando a punto de caer he estado; por ello, con toda la humildad que de mi corazón puede emanar, dedico primeramente mi trabajo a Dios. De igual forma, dedico esta tesis a mi familia a quienes quiero y amo mucho por su apoyo incondicional y comprensión, a mi papá Javier quien con su paciencia me comprendió siempre y apoyó en mis decisiones, a mi mamá Dora quien fue una gran concejera, guía para mi vida, que ha sabido formarme con buenos sentimientos, hábitos y valores, lo cual me ha ayudado a salir adelante en los momentos más difíciles, y a mi único hermano Rodrigo J. a quien quiero mucho.

AGRADECIMIENTOS

Mi mayor agradecimiento a Dios por darme la vida y todo lo q tuve y tengo y lo que logro que es gracias a él.

A toda mi familia mi papa Javier Quispe, mi mamita Dora Callisaya quien con sus palabras supo levantarme en los momentos más duros y hacer todo el esfuerzo para este logro, a mi hermano Rodrigo quien de una manera u otra estuvo conmigo siempre, tíos, tías, primos(as) y a mi abuelito Carmelo por estar siempre ahí apoyándome en todo.

Al Proyecto CBA-Batallas Facultad de Agronomía, a todos los ingenieros que estuvieron a cargo del proyecto y quienes fueron parte de la presente investigación.

Agradecer también a la Facultad de Agronomía, Carrera Ingeniería Agronómica por haberme acogido en sus aulas , por todos los conocimientos impartidos durante todo el trayecto de estudio, a los docentes por sus concejos, enseñanza que nos dieron en cada peldaño que se tuvo que escalar para llegar a esta etapa.

A mis asesores de tesis Ing Ramiro Mendoza Nogales por su enseñanza, guía y correcciones que me dio para la elaboración y conclusión de la tesis. Al Ing. Javier Quiroga Aguilar por su apoyo, comprensión en toda la etapa de elaboración y conclusión de la tesis, por sus correcciones y sugerencias.

A mi tribunal revisor: Ing. Ph. D. Felix Marza Mamani, Ing. M.Sc. Hugo Bosque Sánchez, Ing. Rafael Murillo Garcia, gracias por la revisión, corrección y sugerencia que contribuyeron a mejorar el presente trabajo de investigación

A mis amigos y compañeros de tesis Bernardo y Roberto quienes de igual manera fueron parte para la elaboración de esta tesis, con quienes compartimos muy lindos momentos.

A una gran amiga a quien quiero mucho y considero como una hermana Lourdes Ramos por estar siempre conmigo en cada momento bueno y malo que tuve que pasar y darme su apoyo incondicional, por cada palabra de aliento que me dio para la conclusión de este trabajo. También agradecer a Patricia Gómez por su apoyo para la conclusión de este trabajo a quien considero una muy buena amiga.

A todos pero a todos los amig@s que Dios me dio la dicha de conocer Tathiana, Sara, Ysabel, Olga, Yesmin, María Isabel y todas las Marías, Grover, Gabriel, Edwin, Reynaldo, Zenón, etc. A todos y cada uno que talvez no nombre pero que están en mi corazón, que los recuerdos no se olvidan de cada momento feliz y triste que compartí con todos.

A todos mil GRACIAS! 

ÍNDICE GENERAL

INDICE………………………………………………………………………………………….i INDICE DE CUADROS………………………………………………………………………v INDICE DE FIGURAS………………………………………………………………..…..…vi ANEXOS……………………………………………………………………………...……...vii RESUMEN…………………………………………………………………………………..viii SUMMARY……………………………………………………………………………….…...x

1. INTRODUCCIÓN ...... 1

1.1 OBJETIVOS ...... 2 1.1.1 Objetivo General ...... 2 1.1.2 Objetivos Específicos ...... 2

2. REVISIÓN DE LITERATURA ...... 3

2.1 DISTRIBUCIÓN GEOGRÁFICA DEL GÉNERO POLYLEPIS ...... 3

2.2 ASPECTOS ECOLÓGICOS ...... 4

2.3 TAXONOMIA DEL GÉNERO POLYLEPIS ...... 5

2.4 CARACTERÍSTICAS GENERALES ...... 5 2.4.1 Sistema radicular ...... 5 2.4.2 Tallo ...... 6 2.4.3 Hojas ...... 7 2.4.4 Inflorescencias y semillas ...... 8 2.4.5 Fruto ...... 8

2.5 USOS Y BENEFICIOS DE LA QUEÑUA ...... 8 2.5.1 Beneficios directos ...... 9 2.5.2 Beneficios indirectos ...... 11

2.6 PROPAGACIÓN DEL GENERO POLYLEPIS ...... 11 2.6.1 Propagación sexual ...... 12 2.6.2 Propagación asexual ...... 13 2.6.3 Importancia la propagación asexual ...... 14

2.6.4 Métodos de propagación asexual ...... 15 2.6.5 Propagación vegetativa por esquejes ...... 16 2.6.6 Ventajas de la propagación por esquejes ...... 17 2.6.7 Factores que influyen en la propagación por esquejes ...... 18 2.6.8 Selección del material vegetativo ...... 19 2.6.9 Tratamiento de las estacas o esquejes ...... 22

2.7 CONDICIONES AMBIENTALES PARA EL ENRAIZAMIENTO ...... 23 2.7.1 Relaciones con el agua (Humedad) ...... 23 2.7.2 Temperatura ...... 24 2.7.3 Luz ...... 24

2.8 DESARROLLO ANATÓMICO DE LAS RAÍCES EN LAS ESTACAS ...... 25 2.8.1 Iniciación de los primordios de raíz ...... 25 2.8.2 Iníciales de raíces preformadas ...... 26 2.8.3 Callo y emergencia de las nuevas raíces ...... 26

2.9 SUSTRATO ...... 26 2.9.1 Suelo ...... 26 2.9.2 Sustrato ...... 27 2.9.3 Propiedades requeridas en los sustratos o mezclas ...... 28 2.9.4 Funciones del sustrato ...... 29 2.9.5 Medio de enraíce ...... 29 2.9.6 Desinfección del sustrato ...... 30

2.10 BASES FISIOLÓGICAS EN LA FORMACIÓN DE RAÍCES ...... 30 2.10.1 Auxinas ...... 30 2.10.2 Auxinas naturales ...... 31 2.10.3 Mecanismos de acción ...... 31 2.10.4 Transporte ...... 32

2.11 ENRAIZADORES NATURALES ...... 32

2.12 INVESTIGACIONES EN LA PROPAGACION DE QUEÑUA ...... 32

2.13 COSTOS DE PRODUCCIÓN ...... 34

2.13.1 Costos ...... 34 2.13.2 Costos fijos ...... 34 2.13.3 Costos variables ...... 34 2.13.4 Depreciación...... 35 2.13.5 Costo total ...... 35

3. METODOLOGÍA ...... 36

3.1 UBICACIÓN DEL ESTUDIO ...... 36 3.1.1 Ubicación geográfica ...... 36 3.1.2 Características climáticas ...... 38

3.2 MATERIALES ...... 38 3.2.1 Material vegetativo ...... 38 3.2.2 Herramientas y materiales ...... 38 3.2.3 Materiales de gabinete ...... 38 3.2.4 Sustrato ...... 39 3.2.5 Sustancias enraizadoras ...... 39

3.3 METODOLOGÍA ...... 39

3.4 DISEÑO EXPERIMENTAL ...... 45 3.4.1 Factores ...... 45 3.4.2 Combinación factorial ...... 45 3.4.3 Modelo lineal estadístico ...... 46 3.4.4 Croquis del experimento ...... 47

3.5 VARIABLES DE RESPUESTA ...... 47 3.5.1 Porcentaje de prendimiento ...... 47 3.5.2 Altura de esquejes ...... 48 3.5.3 Número de hojas ...... 48 3.5.4 Número de brotes ...... 48 3.5.5 Longitud de la raíz ...... 48 3.5.6 Determinación de los costos parciales ...... 48

4. RESULTADOS Y DISCUSIONES ...... 50

4.1 Evaluación de los sustratos utilizados en la investigación ...... 50

4.2 Porcentaje de prendimiento ...... 52

4.3 Altura de planta ...... 57

4.4 Número de hojas ...... 60

4.5 Número de brotes ...... 63

4.6 Longitud de Raíz ...... 66

4.7 Análisis general de las variables de estudio ...... 70

4.8 Análisis de costos parciales de la producción de plantines de queñua 71

5. CONCLUSIONES ...... 74

6. RECOMENDACIONES ...... 77

7. REVISIÓN DE LITERATURA ...... 78

ÍNDICE DE CUADROS

Cuadro 1. Distribución de las especies de Polylepis spp. Por países...... 3 Cuadro 2. Factores de estudio evaluados en la propagación de queñua………….. 45 Cuadro 3. Combinación factorial para cada unidad experimental…………………... 45 Cuadro 4. Resultados de análisis de los sustratos evaluados en la propagación vegetativa de esquejes de queñua Polylepis besseri…………...... 50 Cuadro 5. Análisis de varianza para el porcentaje de prendimiento en la propagación de queñua Polylepis besseri, con la aplicación de enraizadores y sustrato……………………………………………………… 52 Cuadro 6. Análisis de varianza para la variable altura en la propagación de queñua Polylepis besseri, con la aplicación de enraizadores y sustrato……………………………………………………………………...... 57 Cuadro 7. Análisis de varianza para la variable número de hojas en la propagación de queñua Polylepis besseri, con la aplicación de enraizadores y sustrato……………………………………………………… 61 Cuadro 8. Análisis de varianza para la variable número de brotes en la propagación de queñua Polylepis besseri, con la aplicación de enraizadores y sustrato…………………...…………………………………. 64 Cuadro 9. Análisis de varianza para la variable longitud de raíz en la propagación de queñua Polylepis besseri, con la aplicación de enraizadores y sustratos……………………………………………………………………….. 67 Cuadro 10. Relación entre todas las variable de estudio consideradas en la propagación vegetativa de esquejes de queñua Polylepis besseri…….. 71 Cuadro 11. Costos totales de producción por tratamiento para 150 plantines de Queñua (Polylepis besseri) expresado en (Bs)…………………………... 72

Cuadro 12. Activos fijos considerados en la propagación de queñua……………….. 85 Cuadro 13. Costos variables para la producción de 500 esquejes de queñua Polylepis……………………………………………………………………….. 85 Cuadro 14. Costos de producción para el tratamiento a1b1 empleado en la investigación…………………………………………………………………... 86

Cuadro 15. Costos de producción para el tratamiento a1b2 empleado en la investigación…………………………………………………………………... 86 Cuadro 16. Costos de producción para el tratamiento a1b3 empleado en la investigación…………………………………………………………………... 87 Cuadro 17. Costos de producción para el tratamiento a2b1 empleado en la investigación…………………………………………………………………... 87 Cuadro 18. Costos de producción para el tratamiento a2b2 empleado en la investigación…………………………………………………………………... 88 Cuadro 19. Costos de producción para el tratamiento a2b3 empleado en la investigación…………………………………………………………………... 88 Cuadro 20. Cálculo de ingresos obtenidos a una proyección de producción de 500 esquejes……………………………………………………………………….. 89 Cuadro 21. Costos fijos y variables de cada tratamiento……………………………… 89

ÍNDICE DE FIGURAS

Figura 1. Aspectos morfológicos de Polylepis besseri subespecie incarum… 6 Figura 2. Morfología de Polylepis besseri subespecie incarum, mostrando, tallos hojas, foliolos, corteza y medida de los foliolos………………. 8 Figura 3. Ubicación del municipio de Batallas....……………………………….. 36 Figura 4. Ubicación del vivero de la comunidad de Huancané……………….. 37

Figura 5. Componentes dentro la platabanda para la propagación de esquejes de queñua Polylepis besseri……………………………….. 38 Figura 6. Croquis del experimento……………………………………………….. 47 Figura 7. Comparación de medias para enraizadores en el porcentaje de prendimiento de los esquejes de Polylepis besseri…………………. 53 Figura 8. Comparación de medias para sustrato en el porcentaje de prendimiento de los esquejes de Polylepis besseri…………………. 55 Figura 9. Comparación de medias para enraizadores en el incremento de altura de los esquejes de Polylepis besseri………………………….. 58 Figura 10. Comparación de medias para sustrato en el incremento de altura de la propagación de esquejes Polylepis besseri…………………… 59 Figura 11. Comparación de medias para enraizadores en el número de hojas de los esquejes de Polylepis besseri…………………………………. 62 Figura 12. Comparación de medias para sustrato en el número de hojas en la propagación de los esquejes de Polylepis besseri………………….. 63 Figura 13. Comparación de medias para enraizadores en el número de brotes obtenidos en la propagación de esquejes Polylepis besseri. 65 Figura 14. Comparación de medias para sustrato en el número de brotes obtenidos en la propagación de esquejes Polylepis besseri……….. 66 Figura 15. Comparación de medias para enraizadores en la longitud de raíz de los esquejes de Polylepis besseri…………………………………. 68 Figura 16. Comparación de medias para sustrato en la longitud de raíz de la propagación de esquejes Polylepis besseri………………………….. 70

Figura 17. Comparación de beneficio obtenido respecto a cada tratamiento en la propagación de queñua (Polylepis besseri)…………………… 73

ANEXOS

Anexo 1. Planillas utilizadas para la toma de datos de la propagación de queñua (Polylepis besseri)…………………………………………….. 84 Anexo 2 Datos de temperatura registrados dentro del ambiente en la propagación de queñua (Polylepis besseri)………….………………. 85 Anexo 3. Insumos para la propagación de queñua a una proyección de 500 85 esquejes……....………………………………………………………….. Anexo 4. Herramientas y materiales utilizados en la propagación vegetativa 89 de esquejes de queñua Polylepis besseri……………………………. Anexo 5. Selección de arboles madre para el corte de esquejes de queñua Polylepis besseri………………………..……………………………….. 90 Anexo 6. Tratamiento de estratificación en arena a los esquejes de queñua 91 Polylepis besseri. ……………………………………………………….. Anexo 7. Preparación de sustratos y desinfección de turba y cascarilla de arroz, para la propagación de esquejes de queñua Polylepis 92 besseri.…………………………………………………………………… Anexo 8. Mezcla de sustratos S1, S2 y S3, para la propagación vegetativa de esquejes de queñua .………………………………….……………. 93 Anexo 9. Preparación y aplicación de los enraizadores en los esquejes de queñua para la propagación vegetativa …………………………….. 94 Anexo 10. Transplante esquejes de queñua a los distintos sustratos en base a cada tratamiento establecido.……………………………………….. 95 Anexo 11. Seguimiento y evaluación del desarrollo de los esquejes de queñua Polylepis besseri en base a la aplicación de dos enraizadores naturales y tres tipos de sustratos en el Vivero de la 96 Comunidad de Huancané………………………………………………. Anexo 12. Evaluación del desarrollo de queñua (Polylepis besseri) a los 15 a 30 días, en base a la aplicación de dos enraizadores y tres tipos de sustratos en el Vivero de la Comunidad Huancané.…………….. 97

Anexo 13. Seguimiento y evaluación del desarrollo a los 90 días, de los esquejes de queñua Polylepis besseri en base a la aplicación de dos enraizadores naturales y tres tipos de sustratos en el Vivero de la Comunidad de Huancané………………………………………... 98 Anexo 14. Resultados de laboratorio IBTEN de los tres sustratos utilizados en la propagación vegetativa de queñua Polylepis besseri ……….. 99

RESUMEN

El presente trabajo, se llevó a cabo en el Vivero de la comunidad de Huancané, Municipio de Batallas provincia Los Andes, del departamento de La Paz, siendo los objetivos planteados estudiar el efecto de dos enraizadores naturales en la propagación vegetativa de esquejes de queñua Polylepis besseri, así mismo evaluar tres sustratos, sobre la propagación de queñua y finalmente determinar los costos de producción parciales de los plantines de queñua por este método. Para alcanzar los mencionados se emplearon 900 esquejes de queñua, de los cuales se tomaron 10 muestras por tratamiento. Los enraizadores naturales fueron ES (extracto de sauce) y AC (agua de coco), los sustratos estuvieron compuestos por S1 (Turba+arena+cascarilla), S2 (turba+arena) y S3 (Turba+cascarilla).

Los resultados del trabajo muestran que los enraizadores al igual que los sustratos tuvieron un comportamiento independiente y que cada uno tuvo influencia en el estudio de las variables de respuesta el Extracto de sauce tuvo un alta significancia al (P<0.05); como también para el sustrato.

Del cual se obtuvo un 52,22% de prendimiento con él “ES” y con el sustrato “S2” de igual manera se obtuvo un mayor porcentaje de prendimiento de 52,67% en promedio a la conclusión de la investigación lo cual fue aludido a que el “ES” tiene un alto contenido de auxinas y el sustrato presenta muy buenas características edáficas.

Respecto a la altura con “ES” se obtuvo un 13,04 cm y con el “AC” un 10,19 cm, respecto a los sustratos se llego a tener, Para el efecto de los sustratos en el incremento de la altura se tiene 13,12 cm con el S2 (2turba:2Arena), 11,19 cm con el S1 (2Turba:1Arena:1Cascarilla) y 10,52 cm con el S3 (2Turba:2Cascarilla).

Respecto al número de hojas mostró una influencia altamente significativa (P<0.05) de los enraizadores, donde con el extracto de sauce se obtuvo 8,30 hojas y con el agua de coco 7,86 hojas. En el caso de los sustratos para esta variable se tiene dos grupos diferenciados estadísticamente significativos, en el primer grupo están los sustratos S2 y S1 dentro los que no hubo mucha diferencia ya que el promedio obtenido en ambos fue de 8,39 y 8,31 hojas respectivamente, los cuales resultaron

ser más eficientes con relación al grupo dos que contempla al sustrato S3 con el que se obtuvo 7,52 hojas en.

Respecto al número de brotes para el enraizador no hubo diferencias significativas con relación al sustrato si hubo significativamente diferencias (P<0.05), donde se obtuvieron dos grupos claramente diferenciados; un grupo formado por S2 y S1 que obtuvieron 2,46 y 2,36 brotes en promedio, no existiendo diferencias estadísticamente significativas entre si y el otro grupo por el sustrato S3 con 2,11 brotes en promedio.

Para la variable longitud de raíz si se presentaron diferencias altamente significativas para enraizadores y sustratos, donde la aplicación del extracto de sauce fue más eficiente para la longitud de la raíz obteniendo un promedio de 10,25 cm a los 90 días, a diferencia de los tratamientos con agua de coco que obtuvieron 7,98 cm de longitud en promedio. Realizando la prueba de Duncan (P<0.05) se observa que existen diferencias significativas entre los tres sustratos, y se puede apreciar que el S2 resulto ser más eficiente al presentar un promedio mayor en la longitud de la raíz de 10,06 cm a diferencia de los sustratos S1 que obtuvo un promedio de 9,06 cm y S3 un promedio de 8,22 cm en la longitud de la raíz.

Conforme a los costos de producción, para producir un plantin de queñua utilizando agua de coco y el sustrato S3 (A.C.+ S3), se obtuvo un costo de 3.17 Bs/plantin, siendo este el costo más bajo con la aplicación de agua de coco, a diferencia de la producción con (A.C.+ S2) se tiene un costo de 3.29 Bs/plantin siendo el costo mayor, y con respecto al uso del extracto de sauce con el (E.S + S3) se obtuvo un costo de 2.96 Bs/plantin, siendo este el costo de producción más bajo y para el enraizador (E.S.+S2) se obtuvo un costo de 3.08 Bs/plantin respectivamente.

ABSTRACT

The present work was carried out in the community nursery Huancané Battles Township Los Andes Province , Department of La Paz , with the objectives to study the effect of two natural Rooting cuttings vegetative propagation Polylepis besseri queñua , also evaluate three substrates , on the spread of queñua and finally determine the partial production costs queñua seedlings by this method. To achieve these cuttings were used queñua 900 , of which 10 samples were taken for treatment. The natural Rooting were ES ( willow extract ) and AC ( coconut water ) , the substrates were composed of S1 ( sand + peat + husk ) , S2 (peat + sand) and S3 ( peat + husk ) .

The results of the study show that the Rooting like substrates independent behaved each had influence on the study of the response variables willow extract had a highly significant at ( P <0.05) as well as for substrate.

Of which 52.22 % was obtained engraftment with it " IS" and with the substrate "S2 " just as there was a higher percentage of seizure of 52.67 % on average at the conclusion of the investigation which was alluded for the "ES" is high auxin and substrate has very good soil characteristics .

With respect to the height "ES" 13.04 cm was obtained and the "AC" 10.19 cm with respect to the substrates came to have , for the effect of the substrates on the increased height has 13.12 cm with S2 ( 2turba : 2Arena ) , 11.19 cm with the S1 ( 2Turba : 1Arena : 1Cascarilla ) and 10.52 cm with the S3 ( 2Turba : 2Cascarilla ) .

Regarding the number of leaves showed a highly significant influence ( P < 0.05 ) of the Rooting , where with the extract of willow leaves was obtained 8.30 and 7.86 water coconut leaves. In the case of the substrates for this variable is statistically significant two distinct groups , the first group are the substrates S1 and S2 in which there was not much difference as the average was obtained in both 8.39 and 8.31 leaves respectively, which were more efficient in relation to group two includes the S3 substrate was obtained with 7.52 leaves .

Regarding the number of outbreaks for rooting no significant differences relative to the substrate if there were significant differences ( P < 0.05 ) , which yielded two distinct groups : one group consisting of S2 and S1 were 2.46 and 2.36 outbreaks on average, no statistically significant differences between themselves and the other group for substrate S3 with outbreaks on average 2.11 .

For root length variable if it were significantly different for Rooting and substrates where the application of willow extract was more efficient for root length obtaining an average of 10.25 cm at 90 days , in contrast to coconut water treatments that were 7.98 cm in length on average. Performing the Duncan test ( P < 0.05 ) shows that there are significant differences between the three substrates , and you can see that the S2 proved to be more efficient in presenting higher average root length of 10.06 cm as opposed the substrates S1 obtained an average of 9.06 cm and an average S3 8.22 cm in length from the root.

Under production costs to produce a seedling queñua using coconut water and substrate S3 (AC + S3 ) yielded a cost of 3.17 B / seedling , this being the lowest cost with the application of coconut water , unlike production with (AC + S2 ) has a cost of 3.29 B / seedling being the largest cost , and with respect to the use of the willow extract (ES + S3 ) was obtained at a cost of 2.96 B / seedling , which is the lowest production cost and the rooting (ES + S2 ) was obtained at a cost of 3.08 B / seedling respectively.

1. INTRODUCCIÓN Bolivia cuenta con una diversidad de riqueza florística entre las especies arbóreas andinas como la queñua y la kiswara que se encuentran distribuidas en diferentes pisos ecológicos a lo largo de la región alto andina entre las altitudes de 3.800 a 5.200 m.s.n.m. de los departamentos de La Paz, Cochabamba, Chuquisaca, Oruro, Potosí y Tarija (Cruz, 1999).

En este contexto la Queñua (Polylepis besseri), es una de las especies más representativas, para la forestación y reforestación del altiplano, por no crear efectos colaterales como las especies exóticas (introducidas), tanto en el suelo como en los cultivos, mas a lo contrario ayuda a la recuperación y al mejoramiento de las condiciones medio ambientales.

La queñua desarrolla un tronco leñoso, el cual sobrevive con estoicismo a la altura, frió y sequía además se le da usos como ser leña, palos para cercas, vigas, tijerales y del mismo modo constituyen el hogar de muchas especies, especialmente la avifauna, y su querencia como cortinas rompe viento e incorporan materia orgánica evitando la erosión del suelo.

Por estas razones se tiene la necesidad de repoblar la región del altiplano, para evitar su desaparición, por acción del ser humano, sin embargo presenta varios factores adversos en la reproducción como lo demuestran varios trabajos realizados con el género Polylepis; puesto que las semillas presentan un bajo poder germinativo 2-4 % de acuerdo a Guzmán (2006), al respecto Yallico (1992), sostiene como principal limitante para su producción la escasez de semillas y su baja germinación, debido a la dicogámia en el género, su polinización anemófila, y por encontrarse en poblaciones reducidas a pocos árboles/ha; en el corto o mediano plazo pueden llegar a desaparecer. Se revisó estudios donde se demuestra que la propagación vegetativa es la más apropiada y generalizada pero no existen métodos y técnicas específicas en el género Polylepis. En Bolivia no existen muchas investigaciones respecto a la propagación de queñua excepto algunos como Hoyos, (2004) obtuvo 45% de prendimiento en el departamento de Oruro, a pesar de haber investigaciones

María Elisa Quispe Callisaya 1 Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)

en otros países como Ecuador donde obtuvieron porcentajes de prendimiento del 65% a 90%, y en Perú obtuvieron 50% a 65% y no existiendo así muchas investigaciones en Bolivia.

Razón por la cual se hace necesaria la búsqueda de soluciones en la reproducción asexual a partir de esquejes a las que pueden acceder las familias campesinas para su reproducción. Por todo lo descrito anteriormente, se ha considerado realizar esta investigación que permitirá responder con alternativas de propagación y multiplicación vegetativa para tratar de encontrar el método más apropiado para obtener plantas de calidad en el menor tiempo posible, utilizando enraizadores naturales que coadyuvaran en el desarrollo radicular tomando en cuenta enraizadores (hormonas producidas de forma natural) que ayuden a la proliferación y formación de un buen sistema radicular de una nueva planta, ya que la formación de raíces es vital para absorber, conducir agua, minerales disueltos, acumular nutrientes y sujetar la planta al suelo. Asimismo, proporcionándoles sustratos que puedan responder de manera satisfactoria a la propagación.

1.1 OBJETIVOS

1.1.1 Objetivo General

 Evaluar la propagación vegetativa en esquejes de queñua (Polylepis besseri Hieron) con la aplicación de dos enraizadores y tres tipos de sustratos en el vivero de la comunidad de Huancané.

1.1.2 Objetivos Específicos

 Determinar el efecto de los enraizadores en el prendimiento y desarrollo de los esquejes de queñua.

 Determinar el sustrato adecuado en el prendimiento y desarrollo de los esquejes de queñua.

 Calcular los costos parciales de la producción de plantines.

María Elisa Quispe Callisaya 2 Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)

2. REVISIÓN DE LITERATURA

2.1 DISTRIBUCIÓN GEOGRÁFICA DEL GÉNERO POLYLEPIS

De acuerdo a Kessler, (2000), Polylepis se distribuye a lo largo de la Cordillera de los Andes desde el norte de Venezuela, pasando por Colombia, Ecuador, Perú, Bolivia, el norte de Chile y el noroeste de Argentina, y su distribución son en las diferentes especies que existen como se observa en el cuadro 1.

Los bosques de Polylepis contienen una parte importante de la biodiversidad de Sudamérica (Yensen y Tarifa 2001).

Cuadro 1. Distribución de las especies de Polylepis spp. Por países

ESPECIE/PAIS ARGENTINA BOLIVIA COLOMBIA CHILE ECUADOR PERÚ VENEZUELA P. australis X X P. besseri X X P. hieronymi X X P. incana X X P. lanuginosa * P. multifuga * P. pauta X X P. pepei X X P. quadrijuga * P. reticulata * P. racemosa X * P. serícea X X X X P. subsericana * X P. tomentella X X X * P. tarapacana X X P. weberbaueri X X TOTAL 3 7 2 2 7 10 1 Fuente: Soto (1995), referidos en Padilla (2005). Donde X=ocurrencia, * = endemismo En Bolivia generalmente la especie Polylepis sp se encuentra distribuido en los departamentos de La Paz, Cochabamba, Oruro y alrededores de Potosí, Sucre y Tarija.

María Elisa Quispe Callisaya 3 Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)

2.2 ASPECTOS ECOLÓGICOS

El género Polylepis (queñua) de la familia Rosaceae es un árbol leñoso que forma bosques en las zonas más altas del mundo, crece sin problemas a más de 4 500 m.s.n.m, encontrándose en Bolivia entre los 2 100 m.s.n.m hasta los 5 200 m.s.n.m de altura (Kessler y Fjeldsa, 2006). Es un árbol típico de los altos Andes, porque ha desarrollado una serie de adaptaciones que le permiten sobrevivir con éxito en lugares donde cualquier otro árbol perecería (Hensen, et.al.2000).

Respecto a lo mencionado podemos decir que la queñua no forma ella sola bosques compactos sino que opta por organizarse en poblaciones de árboles aislados, donde ocupa entre el 15% y el 40% de la superficie y convive con tholas y con macollos de diversos pastos denominados genéricamente iruichu o paja brava. Una combinación en la que las tres especies se asocian para conformar comunidades vegetales. (Liberman, 1996)

Las condiciones ecológicas de los bosques de Polylepis se pueden caracterizar principalmente en relación a condiciones de temperatura, humedad y suelos. Debido a su localización a grandes elevaciones en los Andes, los bosques de Polylepis están sujetos a amplias fluctuaciones diurnas de temperatura, comúnmente con diferencias de 20-30°C entre las temperaturas máximas del día y las heladas nocturnas. Estas fluctuaciones representan un estrés enorme para las plantas. Sobre todo a altitudes por encima de los 4.000 m.s.n.m., la gran mayoría de las especies muestra adaptaciones a temperaturas bajas. Estas pueden ser debido a las características morfológicas como las gruesas cortezas de Polylepis y fisiológicas como la resistencia al congelamiento que también se observa en Polylepis (Körner, 2005).

De acuerdo a Liberman, (1996): en las laderas donde habita la queñua tiende a ubicarse en las depresiones que ofrecen mayor humedad y un poco más de calor: debido a lo que se llama las inversiones térmicas nocturnas, las oscilaciones de la temperatura son menos que en los valles abiertos.

María Elisa Quispe Callisaya 4 Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)

Sin embargo Huanca, (1993); manifiesta que las funciones biológicas del género Polylepis no se interrumpen con las temperaturas bajas del suelo y que la profundidad de los mismos no es determinante para la presencia de bosques de esta especie, porque la correlación entre la fertilidad del horizonte A y la producción de biomasa favorecen su crecimiento.

2.3 TAXONOMIA DEL GÉNERO POLYLEPIS

El género botánico Polylepis incluye a aproximadamente 28 especies de pequeños árboles y arbustos, comúnmente llamados queñua, yagual, kewiña, queñual, queñoa entre otros (del quechua qiwuña), pertenecientes a la familia Rosaceae y a la tribu Sanguisorbeae como se muestra en la siguiente clasificación:

Orden Rosales

Familia Rosaceae

Subfamilia Rosoideae

Género Polylepis

Especie Besseri Hieron

Subespecie Incarum

2.4 CARACTERÍSTICAS GENERALES

Polylepis besseri subespecie Incarum, es un árbol de 1.60 a 3.60 m de alto, presenta un fuste torcido; corteza del tronco y ramas mas grandes café rojizo, reduciéndose en grandes piezas, tiene abundante ritidoma membranoso o piperáceo, exfoliable. Las flores dependen de racimos de regular longitud, como se tiene en la Figura 1.

2.4.1 Sistema radicular

El sistema radicular consiste en una raíz principal y gran cantidad de ramificaciones laterales, que penetran la tierra en todas direcciones en busca de agua y ancla el árbol firmemente al suelo para defenderlo de los vientos que nunca dejan de soplar (Liberman 1996)

María Elisa Quispe Callisaya 5 Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)

2.4.2 Tallo

De acuerdo a Huanca (1993); la queñua presenta fuste fuortoso, con corteza de color rojizo, con desprendimiento de ritidoma (láminas de color marrón – rojizo exfoliables lustrosos.

Martínez y Villarte (2009) mencionan que Polylepis besseri incarum presenta generalmente un diámetro del tronco del tallo de plantas adultas de 32 cm y las plantas jóvenes de 4-12 cm.

La queñua se ha descrito como un árbol de hábito simpódico – tronco ramificado, no crece de manera erecta, copa abierta desde la base, que puede alcanzar tres a siete metros de altura, con un tronco corto y con tendencia helicoidal, de 30 a 60 centímetros de diámetro en la base, ramas tortuosas y ramitas pilosas en el extremo (Collahuasi 2010).

Fuente: Kessler (1995) Figura1.Aspectos morfológicos de Polylepis besseri subespecie incarum.

María Elisa Quispe Callisaya 6 Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)

2.4.3 Hojas

Las hojas son congestionadas en las puntas de las ramas, imparipinadas con 1 a 2 pares (con 3 foliolos), hojillas, rombas en el contorno, de 1.5 a 4.2 cm. de ancho y 1.9 a 5.2 cm. de largo; caquis densamente blanco panoso, usualmente con tricomas glandulares mezclados, punto de enlace de la hojilla con un copete de tricomas blancos lanosos; vainas estipulares truncas en el ápice, superficie externa densamente cubierta en tricomas blancos o amarillentos lanosos, mezclados con tricomas glandulares amarillentos, superficie interior y con cima con grandes tricomas lanosos, lo cual se muestra en la figura 2.

Hojillas obovoides, de elípticas a rombas en el contorno, el primer par de la hojilla terminal es el más grande, uno de estos pares tiene de 0.4 a 1.0 cm. de ancho y de 1.0 a 2.8 cm. de largo (se muestra en la figura 1), bordes enrollados, dentellados con 4 a 11 dientes; ápice agudo obtuso o muy ligeramente recortado; base desigualmente atenuadas, rara vez redondeada, hojilla terminal con pecíolo de 3 a 6 mm de largo; superficie superior de lisa a ligeramente rugosa, verde oscuro, de lisa a lanoso, panosa y/o glandular; superficie inferior con una capa densa igualmente distribuida de muy corta a moderadamente grande, tricomas panosos blancos o amarillentos, usualmente con tricomas glandulares amarillentos a lo largo de las venas, rara vez lisa sobre las venas (Kessler 1995 citado por Padilla 2005).

Figura. 2 Morfología de Polylepis besseri subespecie incarum, mostrando, tallos hojas, foliolos, corteza y medida de los foliolos.

María Elisa Quispe Callisaya 7 Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)

2.4.4 Inflorescencias y semillas

La queñua posee flores hermafroditas incompletas; sin corola ni nectario de 0.5 a 1 cm. de diámetro con sépalos de 3 a 4 ovados verdes y la superficie interior con cantidades variable de tricomas panosos, lanosos y glandulares con estambres de 14 a 20, enteras orbiculares, cubiertas con grandes tricomas blancos (Kessler 1995 citado por Padilla 2005).

Las inflorescencias están dispuestas erectas, no sobresalientes de entre las hojas, con una a dos flores. miden de 3 a 10.5 cm. de largo, con 6 a 8 flores; brácteas florales de 3 a 7 mm de largo, ocasionalmente con puntas como hojillas, sobre la superficie externa el raquis no es ramificado y están cubiertos con tricomas blancos o amarillentos lanosos y glandulares (Kessler 1995 citado por Padilla 2005).

La floración se produce en un amplio periodo de tiempo, desde mediados de año hasta el verano, mientras que la maduración de frutos ocurre entre los meses de abril y junio, pudiendo adelantarse a febrero según la temporada, (Collahuasi, 2010).

2.4.5 Fruto

El fruto es un aquenio alado seco con cuatro aristas, que mide, generalmente, cinco milímetros de largo y cuatro milímetros de ancho. En el interior hay una semilla de uno y medio a dos milímetros, la mayor parte de las veces vana (sin endosperma). El fruto puede permanecer adherido al árbol durante más de un año, por lo que en la colecta se mezclan frutos nuevos y antiguos.

Las semillas es espiralada con una cubierta densa de tricomas lanosos y glandulares con lomas aplanadas de 2 a 5 y espinas de 0.3 a 0.8 cm de ancho incluyendo las protuberancias de 0.3 a 0.7 cm de largo (Kessler 1995 citado por Padilla 2005).

2.5 USOS Y BENEFICIOS DE LA QUEÑUA

De acuerdo a Liberman (1996) y Rodríguez, (2000), muchos pobladores recurren a la queñua en busca de leña para la cocina, palos para cercar los canales, vigas y tijerales para sus viviendas, etc., es un uso del bosque relativamente controlado.

María Elisa Quispe Callisaya 8 Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)

Otra cosa es cuando los vientos impetuosos arrastran hasta los queñuales el fuego que los campesinos aplican en invierno a los pastos secos para estimular el rebrote, perecen entonces árboles, plántulas y semillas.

Además por ser uno de los pocos árboles que crece en las zonas altas presentan grandes perspectivas en su utilización, su importancia radica en los múltiples usos y aplicaciones que se le da a esta especie.

2.5.1 Beneficios directos

De acuerdo a Martínez y Villarte (2009) esta especie (polylepis besseri incarum) a los alrededores del lago Titicaca tiene un beneficio directo del 34% para los pobladores debido especialmente como combustible: leña y carbón de alta calidad y también en la pequeña industria ya que elaboran algunos muebles con esta madera.

Así mismo es de gran beneficio no solo en este sector sino también en toda distribución donde se encuentra este género.

a) Combustible

Collahuasi, 2010, menciona que la madera de queñua es utilizada como leña, el cual es un buen combustible, da menor fuego que el eucalipto, pero arde más tiempo y proporciona gran calor, lo cual ha ocasionado la tala irracional de la especie.

b) Artesanía

La madera de queñua es de excelente calidad, dura y flexible, razón por la cual es utilizada para la construcción de vigas, puntales, puertas, así como para la confección de herramientas agrícolas (arados, yugos, combos, mangos de herramientas, etc.)

También es utilizada para artesanía fina como telares, enseres domésticos, juguetería, adornos y muebles, como lo indica, (Collahuasi, 2010).

María Elisa Quispe Callisaya 9 Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)

c) Industria

La especie presenta una coloración rojiza, lo cual indica la presencia de sustancias tánicas; estas sustancias son utilizadas para el teñido de cueros y tintura de lana.

Para el tejido de lana se utilizan generalmente las ramas apicales, como también la corteza, la cual en agua desprende un color beige; las hojas y ramas también son utilizadas para la curtiembre de cueros, puesto que estas desprenden otro tipo de sustancias tánicas, (Collahuasi, 2010).

d) Medicina

La queñua en medicina, tiene muchos y variados usos; puede tomarse como mate, ser utilizado en infusiones, cataplasmas y baños (ramas, hojas y corteza.) Puede ser utilizada en la curación de afecciones respiratorias, males de vejiga, reumatismo y limpieza de la sangre después del parto.

De acuerdo a Vidaurre, (1993) citado por Rodríguez, (2000); menciona que los tallos frescos molidos con copal y wairuru, sirven para la preparación de plastos que son utilizados en casos de fracturas o luxaciones; la corteza en decocción, se utiliza como baño tonificante para niños raquíticos, esta misma pero molida y macerada en aguardiente se toma como tónico para superar la anemia; la corteza molida y en decocción se toma como purgante para combatir el estreñimiento.

e) Otras utilidades

La madera de la especie es dura, resistente a la humedad y por esta razón es utilizada para la fabricación de postes para cercas, parantes de chozas, y antiguamente eran utilizadas para confeccionar puntales para las minas. Las ramas y fustes más rectos se usan para el techado de viviendas rurales; hasta el árbol seco es utilizado para hacer postes para corrales y chapapas (especie de tendedero para de desecación o deshidratación de carne). También el ganado aprovecha las hojas de queñua, las cuales se consumen en la época de escasez de forraje,

María Elisa Quispe Callisaya 10 Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)

especialmente por el ganado camélido; finalmente en casos y fechas especiales la queñua sigue siendo utilizada como planta ritual.

2.5.2 Beneficios indirectos

Liberman (1996) expresa que existen antecedentes sobre el aporte de abundante hojarasca al suelo. Lo cual favorece al aumento de materia orgánica al suelo.

Martínez y Villarte (2009) indican que 670 especies de aves se distribuyen en las regiones altas de los Andes con rodales de Polylepis, de las cuales 51 habitan típicamente los bosques de Polylepis y 14 son especialistas de estas formaciones vegetales (Oreomanesfraseri y Leptasthenura yanacensis) (Fjeldsa 2002).

Tres especies (Ochthoecaoe nanthoides, Carduelisatratay Phrygilus unicolor) fueron registradas en la categoría de afinidad estrecha por los bosques de Polylepis según Fjeldsa y Kessler (2004).

Estos datos sugieren que los patrones de recambio de la avifauna local están estrechamente ligados a formaciones vegetales únicas como son los fragmentos de Polylepis e incluso a distancias relativamente cortas en los Andes.

2.6 PROPAGACIÓN DEL GENERO POLYLEPIS

Martínez y Villarte (2009) indican que (Kessler y Driesch 1993).mencionan que las especies de Polylepis tiene dos estrategias reproductivas: Por semillas y mediante el enraizamiento de ramas postradas.

De acuerdo a Miranda, (1994); la queñua se propaga por vía sexual mediante las semillas y por vía asexual (siendo ésta ultima la más conveniente), mediante estacas, esquejes y acodos; estos tres últimos son los más utilizados y recomendados por sus altos índices de prendimiento en relación con el poder germinativo de la semilla.

María Elisa Quispe Callisaya 11 Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)

2.6.1 Propagación sexual

La propagación sexual se define, como el proceso que consiste en la fusión de dos gametos haploides de diferente sexo, para dar origen a una nueva célula, llamada huevo o cigoto, capaz de desarrollarse en una nueva planta". (Rodríguez, 2000)

Conforme a observaciones realizadas en diferentes lugares de recolección se llego a la conclusión de que la especie en estudio (Polylepis besseri) tiene una fenología irregular, es decir que no tiene una época de floración bien definida, pues es posible encontrar árboles de queñua en floración o fructificación casi en cualquier época del año.

Sumando a lo anterior se tiene otro gran problema dentro de la reproducción sexual de la especie, la baja viabilidad de la semilla; pues el poder germinativo de la semilla en la zona de estudio oscila entre el 4% a 6%, además de que esto parece depender del árbol proveedor.

El rendimiento aproximado de la semilla de queñua es de un kilogramo (aproximadamente 100.000 semillas) por cada cinco kilogramos de material recolectado (Hoyos 2004).

Corroborando lo anterior Aguirre, (1988); indica que la semilla de queñua presenta bajo poder germinativo el mismo que llega algunas veces a 0%, cuando los árboles se encuentran en bosques pequeños y aislados. Esto ha sido explicado por los fenómenos propios de la especie como ser la dicogámia y polinización anemófila.

a) Regeneración natural (Brinzales)

Según Soto, (1995) los brinzales son plantas procedentes de semilla, las cuales han germinado de manera natural al píe o alrededor de la planta, los que posteriormente son utilizados por el hombre para mejorar la propagación de la especie.

En Ascash (Perú), la regeneración natural es buena, donde se ha tenido éxito con brinzales de 8 – 10 cm., obteniendo resultados aceptables (Pretell, 1985) Regeneraciones naturales observadas en Bolivia dieron un resultado regular; aunque

María Elisa Quispe Callisaya 12 Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)

brinzales de 3 – 5cm de alto soportan muy bien el repique, sin embargo el mayor inconveniente es el crecimiento lento de las plantas por lo cual no se justifica esta práctica en vivero. (Zacari, 2010).

Por lo general en los rodales de Polylepis la regeneración natural presenta densidades bajas lo que limita las posibilidades de una mayor propagación en vivero. No obstante, con la remoción del suelo debajo de los árboles es posible obtener densidades mayores. Finalmente diremos que la cantidad de brinzales, su extracción, los cuidados a tener durante el traslado de los mismos hacia el vivero y el lento crecimiento son los mayores obstáculos para la no-utilización de éste método.

2.6.2 Propagación asexual

Ipizia (2011) menciona que la propagación asexual o propagación vegetativa de los individuos es a partir de órganos vegetativos; es decir, que cada planta produce otras nuevas genéticamente idénticas a ella, que se han originado de órganos vegetales sólo por división celulares o mitosis. Estas divisiones mitósicas de las células duplican el genotipo de la planta; esta duplicación genética se denomina clonación y a la descendencia se les llama clones. Entonces, un clon es un grupo de dos a más individuos genéticamente idénticos que se desarrollaron a partir del mismo progenitor por medios vegetativo.

Es importante subrayar, que en propagación, un clon siempre implica un grupo y no un individuo. Un individuo producido por clonación forma parte de un clon. El árbol seleccionado para obtener material de propagación se llama ortet y cada una de las secciones vegetativas obtenidas se denomina ramet. Todos los ramet procedentes de una sola planta madre, conforman un grupo genéticamente idéntico, “fotocopias” exactas del árbol original. Estos grupos de plantas que tienen un mismo genotipo conforman un clon.

Esto es posible, porque cada célula de la planta contiene la información genética necesaria para generar una planta entera. A esta propiedad de las células vegetativas vivientes de las plantas se le llama totipotencia. Se puede obtener

María Elisa Quispe Callisaya 13 Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)

nuevas plantas a partir de hojas, tallos, raíces o meristemas. Lo que ocurre es que de estas partes vegetativas (tallos o raíces) o por medio de su unión por injerto, estacas o acodos, se forman raíces o yemas adventicias. Raíces adventicias son aquellas que se originan de cualquier otra parte de la planta diferente de las raíces, del embrión y sus ramas. Yemas y ramas adventicias son las que se originan en cualquier parte de la planta diferente a la yema terminal, yemas laterales o latentes de los tallos.

Según Ipizia, (2011), las raíces adventicias son de dos tipos: raíces pre-formadas, comúnmente llamadas chupones o chichones, como ocurre en la Queñua y el Aliso, que se desarrollan en los tallos cuando todavía están adheridas a la planta madre, pero que no emergen hasta después que se corta la porción de tallo.

2.6.3 Importancia la propagación asexual

Para Weaver, (1976); en la propagación asexual las características heredadas del progenitor pueden ser conservadas. En realidad la nueva planta es la continuación del crecimiento y desarrollo del progenitor. Esta forma de reproducción tiene la ventaja de reproducir exactamente el árbol del que tomamos el vástago, además se obtienen árboles del mismo sexo que tiene la planta madre. (Robinsón, 2001)

De igual forma, con la reproducción asexual es posible evitar los periodos juveniles largos o prolongados, ya que las plantas que se cultivan a partir de semilla pasan por un periodo de desarrollo juvenil prolongado en el cual no ocurre floración, en cambio mediante la propagación vegetativa se retiene la capacidad de floración evitando con ello la fase juvenil. También se evita en gran medida las características morfológicas inconvenientes (defectuosas) que posiblemente se tendrían al propagar por semilla.

Finalmente se puede decir que la gran razón para utilizar la reproducción vegetativa especialmente en el género Polylepis por la baja viabilidad de la semilla y por consiguiente el bajo porcentaje de geminación de la misma, lo cual determina una reproducción sexual extremadamente baja (Robinsón 2001 citado por Hoyos 2004).

María Elisa Quispe Callisaya 14 Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)

2.6.4 Métodos de propagación asexual

La forma de reproducción más común para el género Polylepis es por vía vegetativa, es mediante la recolección de esquejes o estacas, un segundo método es utilizando estacas convencionales y también es posible reproducirlas exitosamente por acodo, (Huanca, 1993)

a) Acodo

Según Torrez, (1992); el acodado es un proceso en el cual las ramas, que aun forman parte de la cepa, son motivadas a enraizar enterrándolas en el sudo una vez enraizadas son separadas de la cepa y hechos plantones

La propagación por acodos, principalmente aérea es rápida y eficiente utilizando tierra y estiércol o aserrín como substrato. También se puede emplear acodos básales tipo aporque. Sin embargo la propagación por acodo es limitada y solo debe usarse en pequeña escala (Pretell et.al, 1985).

b) Estacas

Se define "como una porción de rama que, separada de la planta madre y plantada en condiciones adecuadas, emite raíces y brotes, dando lugar a una planta igual a aquella de la que proviene”. (Rodríguez, 2000) La estaca es un fragmento de rama, que sacado en el periodo invernal y enterrado parcialmente, es capaz de producir una planta perfectamente igual a aquella de la cual procede. (Torrez, 1992)

Ipizia (2011) indica que en la propagación por estacas, se corta de la planta madre una porción de tallo o raíz, después de lo cual esa porción se coloca en ciertas condiciones ambientales favorables, induciendo a que se formen raíces y tallos, obteniéndose con ello una planta nueva.

Dentro de las estacas existe una clasificación teniendo: estacas de madera dura, estacas de madera semidura (siempre verdes) siendo el caso de la queñua, estacas de hoja, de raíz, etc (Hartmann y Kester, 1999)

María Elisa Quispe Callisaya 15 Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)

Generalmente se utiliza estacas lignificadas de 40 cm, repicadas en bolsas, platabandas o terreno definitivo. Con un buen manejo este método da buenos resultados sin embargo este método tiene algunos inconvenientes como: la utilización de gran cantidad de material vegetal, en detrimento del rodal o árbol padre, y el lento crecimiento de las plántulas, el cual varía entre 2 – 4 cm por año en el vivero. (DFPA, 1991)

La propagación por estacas es ventajosa, ya que de unas cuantas plantas madres es posible iniciar muchas plantas nuevas en un espacio limitado. Este método de propagación vegetativa es económico, rápido, simple y no requiere técnicas especiales como los injertos. La planta, por lo general, se reproduce exactamente sin cambio genético.

Sin embargo, no siempre es recomendable reproducir las plantas totalmente por estacas aunque sea posible. Siempre es necesario usar un patrón resistente a alguna condición adversa del suelo, a organismos patógenos que viven en el terreno (Ipizia 2011).

Se tiene información acerca de estacas convencional de Polylepis plantadas en campo definitivo, sólo prenden en sitios con buenos suelos y humedad adecuada. El tamaño recomendable de la estaca es de 30 cm de largo y 1,5 – 2 cm de diámetro (Pretell, 1985) Se recomienda tomar estacas de ramas leñosas no muy viejas. Hay poca información sobre el prendimiento.

2.6.5 Propagación vegetativa por esquejes

Torrez, (1992) citado por Hoyos (2004); afirma que bajo adecuadas condiciones medio ambientales, un fragmento de un órgano vegetativo de la planta desarrollara nuevas raíces y brotes llegando a constituirse en una nueva planta; estos se denominan esquejes y es la forma más simple de reproducción.

El empleo de esquejes o ramillas llamadas también estacas apicales, es el método confiable y recomendable para propagar el género Polylepis, para lograr buenos resultados el esqueje debe tener por lo menos cinco raíces preformadas (especie de

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chichones o protuberancias), las cuales se buscan debajo de la corteza inferior de la rama, (Mendoza, 2010).

Ipizia (2011) indica que en nuestro medio son conocidas como ramillas terminales o esquejes. Son obtenidas de especies leñosas siempre verdes. Las cuales deben ser tomadas en periodo de inicio de lluvias. Su dimensiones varían entre 7 y 15 cm. de largo, reteniendo las hojas de la parte superior. Si éstas fueran muy grandes deben reducirse para evitar la pérdida de agua y permitir un menor espaciamiento en la cama de cultivo. Con frecuencia se usan las puntas de las ramas, pero las partes basales del tallo también enraízan. El corte basal se hace justamente debajo de un nudo. Es recomendable obtener el material en las primeras horas de la mañana, cuando los tallos están turgentes y mantenerlos envueltos en una tela húmeda. Se deben proteger del sol todo el tiempo.

2.6.6 Ventajas de la propagación por esquejes

Robinson, (2001) citado por Hoyos (2004) coinciden en manifestar que esta forma de propagación es la más adecuada para el género por las siguientes razones:

 Se obtiene porcentajes altos de prendimiento, cuando la técnica se aplica correctamente.

 La extracción del material vegetal! (esquejes) no afecta a los árboles "semilleros" en su normal desarrollo. Asimismo existe un menor riesgo de entrada (al árbol) de patógenos por heridas de menor tamaño, que cuando se propaga por estacas.

 La recolección y traslado del material vegetal (esquejes) al vivero no implica grandes costos.

Hay muchas ventajas en cultivar material a partir de esquejes. En primer lugar, una mayoría de especies son aptas para reproducirse por este sistema en un periodo de tiempo razonablemente corto.

María Elisa Quispe Callisaya 17 Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)

En la mayoría de los casos, además, los esquejes enraizados poseen las mismas características de la planta madre; además, con este método creamos un sistema radicular fibroso y, como consecuencia de ello, los plantones serán más fáciles de trasplantar y las raíces más fáciles de podar.

Una de las pocas desventajas de este método es que a menos que se cuente con esquejes relativamente gruesos, será necesario esperar cierto tiempo para obtener una planta atractiva, aunque si bien es cierto este tiempo es más corto que al utilizar semillas.

La propagación por esquejes es aconsejable para especies que normalmente no producen semillas viables, o cuyas semillas pierden rápidamente su capacidad germinativa. Una de dichas especies es queñua. (PDA, 1993)

2.6.7 Factores que influyen en la propagación por esquejes

Hoyos (2004) indica que en la propagación por esquejes depende de las condiciones inherentes de los esquejes y de las condiciones ambientales durante el periodo de formación de raíces.

Así Torrez, (1992); considera que la propagación por medio de esquejes depende de la especie a propagar, el estado de diferenciación de tejidos del tallo predestinado a formar raíces, el estado de nutrición del árbol.

Por otro lado la calidad del substrato, la humedad del mismo y la humedad relativa del aire son factores claves para el enraizamiento, siendo este último uno de los factores más decisivos.

a) Época de recolección

La recolección de esquejes se debe realizar poco después de iniciada la época de lluvias, lo cual probablemente se debe a que la zona generatriz o cambium es más activo cuando se tiene mayor humedad. (Soto, 1995)

María Elisa Quispe Callisaya 18 Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)

Aguirre (1988) recomienda colectar esquejes para polylepis entre los meses de mayo y septiembre para la propagación en vivero, mientras que para plantación directa en el terreno definitivo se prefiere los meses de noviembre a febrero (época de lluvia), que es cuando las raíces preformadas son más notorias entre los entrenudos. En algunos lugares donde las condiciones de humedad son mejores es posible recolectarlas durante todo el año.

Gallego, (2001); considera que el mejor periodo para efectuar la recolección esquejes va desde la primavera hasta principios de verano Sí se opta por hacerla a finales de verano u otoño cabe la posibilidad de que el esqueje no emita raíces, y en algunos casos puede incluso morir la planta.

Para Hartmann y Kester, (1999); "la estación del año en que se recolectan estacas apicales puede tener enorme influencia sobre los resultados obtenidos y puede ser la clave para obtener un enraizamiento exitoso".

2.6.8 Selección del material vegetativo

Todos sabemos que para obtener un esqueje basta con sacar una rama de la planta y plantarla, con este simple sistema algunos esquejes llegarían a enraizar, pero una mayoría moriría en el intento cuidando algunas variables, el porcentaje de esquejes enraizados será mucho mayor.

a) Características de las áreas de recolección

Las mejores áreas para la obtención de esquejes son las zonas húmedas como orillas de los ríos, quebradas, etc., estas zonas por tener una humedad relativa más alta, facilitan la presencia de raíces preformadas en los esquejes. (DFP A, 1991).

b) Selección de árboles madre

Hartmann y Kester, (1999); manifiestan que para la propagación por esquejes la fuente u origen del material es de gran importancia y las plantas madres de las cuales se obtengan dicho material, deben poseer las siguientes características:

María Elisa Quispe Callisaya 19 Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)

o Estar libres de enfermedades y plagas

o Ser fieles al nombre y tipo.

o Mostrar un crecimiento vegetativo activo y una alta capacidad regenerativa.

Además, se recomienda la recolección de los esquejes de árboles viejos, aislados y en mayor cantidad de aquellos que estén ubicados en zonas húmedas. También es necesario que los árboles madre tengan buenas características fenotípicas, fuste recto, copa bien formada, sano, libre de plagas y enfermedades, etc. ( Soto, 1995).

La nutrición de la planta madre puede ejercer una fuerte influencia en el desarrollo de las raíces. Factores internos, tales como el contenido de auxina, de co-factores de enraizamiento y las reservas de carbohidratos pueden desde luego, influir en la iniciación de las raíces como lo mencionan (Hartmann y Kester, 1999)

c) Presencia de raíces preformadas

Zamudio, (1990): recomienda que para la propagación de esquejes se debe considerar la presencia de “chichones” que se dan preferentemente en los meses lluviosos. No obstante en algunos lugares como Puno -- Perú, o Sajama - Bolivia, los esquejes o ramillas apicales presentan escasas formaciones de chichones y muchas veces no presentan ninguna. En este caso se recogen ramas con abundantes ramillas y a partir de éstas se preparan estacas tipo talón que posibilitan éxitos mayores a 60% de prendimiento.

d) Tipo de madera o rama seleccionada

Se sabe que en la composición bioquímica de un árbol como de una rama, existe una marcada diferencia desde la base hasta el ápice. Esto explica que cuando se toma esquejes de diferentes partes de la rama de un árbol, se observa variaciones en la producción de raíces. (Aguirre1988)

María Elisa Quispe Callisaya 20 Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)

Por esta razón Hoyos, (2004): recomienda que la extracción de esquejes se la realice preferentemente de las ramas bajas por ser éstas las que tienen !as mayores posibilidades de presentar raíces adventicias. Por otra parte los esquejes que emergen de la rama principal se consideran de buena calidad, así también aquellos que son tomados de la parte apical de las ramas.

Otros autores como Aguirre, (1988) y Zamudio, (1990); dicen que los esquejes están en cualquier parte de la rama adulta, pero es recomendable recolectar aquellas que se encuentran en la parte media de la rama y ésta rama a su vez debe encontrarse en la parte media del árbol, en forma de ramillete con hojas verdes en la punta.

Es mejor recoger el material temprano por la mañana y mantenerlos siempre frescos y turgentes, envolviéndolos en sobres manila o en bolsas de polietileno; puesto que la exposición de los esquejes al sol aun por unos cuantos minutos causa serios daños. Para el traslado de los esquejes, estos deben ser protegidos de los rayos solares, ya sea sumergiéndolos en agua o embalados en materiales que eviten la pérdida de humedad.

e) Características de un esqueje

De acuerdo a Hartmann y Kester, (1999); para la obtención de esquejes es de suma importancia escoger el material adecuado de la planta madre, aunque éste varía enormemente según la especie que se trate. Por lo tanto es necesario saber reconocer las ramas adecuadas.

Así se tiene que el mejor material para esquejes tiene cierto grado de flexibilidad, pero está lo suficientemente maduro para romperse cuando se dobla demasiado, en cambio aquellas ramas tiernas, suaves, de crecimiento rápido no son convenientes, ya que es probable que se deterioren antes de enraizar; como tampoco deben recolectarse aquellos tallos viejos y leñosos, ya que enraízan con dificultad.

Extraídos algunos esquejes se procede a remover el ritidoma que recubre el tallo para verificar la presencia de los chichones, una vez comprobada su presencia, no será necesario repetir la operación en los demás esquejes.

María Elisa Quispe Callisaya 21 Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)

e) Longitud y diámetro de Ios esquejes

Según Padilla, (1985) varios casos en propagación vegetativa de especies forestales y muy poco se sabe del efecto de la longitud de las estacas (esqueje) para el enraizamiento. No obstante la longitud de los esquejes varia generalmente entre 7 a 12 cm. de Iargo y el corte deberá ser limpio y sin rasgaduras y lo más cerca de la rama principal (Hartmann y Kester, 1999 y Gallego, 2001).

Olivera, (1992) indica que el grosor del tallo de los esquejes debe ser el de una lapicera, vale decir aproximadamente 1cm. de diámetro.

2.6.9 Tratamiento de las estacas o esquejes a) Enraizamiento por remojo en agua

Mamani y Apaza (1993) en el Proyecto Arbolandino utilizaron remojo en agua para la propagación vegetativa en el prendimiento de brotes de queñua, lo que resulta accesible para las familias campesinas.

b) Enraizamiento por estratificación en arena

Raña (1994) citado por Condori (2006), indica que para el enraizamiento es mejor el uso de arena de río, donde las estacas se estratifican húmedas, sueltas o reunidos en paquetes, sin dejar espacios de aires que podrían ser perjudiciales.

Puede colocarse en posición vertical o ligeramente inclinada o invertida.

CESA (1989) citado por Callisaya (1999) indica que ensayos realizados en Budleja incana han mostrado mejores prendimientos con estacas estratificadas en arena por tres días.

Mendoza (2010) señala que para la estratificación en arena de esquejes de polylepis, estos deben estar de manera inclinada y en estratos a una profundidad del suelo de 80 cm., donde debe estar con una adecuada humedad la arena siendo generalmente de 40% y no sobrepasando este, además menciona que el tiempo de estratificación

María Elisa Quispe Callisaya 22 Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)

es adecuado por 15 días y deben estar bien protegidos evitando que lleguen los rayos solares pero con una adecuada temperatura.

Los esquejes a utilizarse deben tener solamente 2 a 3 hojas en la parte superior y ningún brote para evitar así la deshidratación del mismo.

2.7 CONDICIONES AMBIENTALES PARA EL ENRAIZAMIENTO

Gallego, (2001); menciona que cuando se corta un esqueje y se lo pone a enraizar, la ramita o esqueje sufre un shock terrible, esto debido a que se le corta el suministro de agua y de alimentos provenientes de las raíces. Además las células del tallo deben cambiar completamente su función; mientras el esqueje estaba unido a la ahora, debe brotar raíces.

Aunque todas las células de la planta están preparadas para realizar cualquier función, el proceso del cambio es duro y extenuante. Se debe lograr que este cambio se produzca de la forma menos traumática para la planta de manera que retome su crecimiento lo antes posible.

Por esta razón Hartmann y Kester (1999), mencionan que para tener éxito en lograr el enraizamiento de esquejes, las condiciones ambientales requeridas son temperaturas adecuadas, una atmósfera conducente a bajas pérdidas de agua, luz amplia pero no excesiva y un medio de enraizamiento limpio, húmedo, aireado y bien drenado.

2.7.1 Relaciones con el agua (Humedad)

Aunque la presencia de hojas en las estacas (esquejes) constituye un fuerte estímulo para la iniciación de raíces, la pérdida de agua por las hojas puede reducir el contenido de agua de las estacas a un nivel tal que ocasione su muerte antes de que pueda efectuarse la formación de raíces. (Hartmann y Kester, 1999)

En las estacas se ha interrumpido la provisión natural de agua de las raíces a las hojas; pero estas todavía transpiran; para reducir al mínimo la transpiración de las hojas, se tiene algunos métodos: enraizar las estacas en un invernadero y mantener

María Elisa Quispe Callisaya 23 Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)

un riego frecuente, esto mantiene una humedad ambiental elevada dentro de la estructura.

De acuerdo a Gallego, (2001); el principal riesgo para los esquejes en los primeros días es la deshidratación. No tienen raíces por lo que no pueden absorber agua ni nutrientes. Para evitar que se deshidraten y mueran hay que situar los esquejes en un lugar de humedad elevada (más de 90%).

2.7.2 Temperatura

De acuerdo a Hartmann y Kester, (1999); para el enraizamiento de estacas de la mayoría de las especies son satisfactorias temperaturas diurnas de 21 a 27 ºC, con temperaturas nocturnas de 15°C.

La temperatura del aire excesiva tiende a estimular el desarrollo de las yemas con anticipación al desarrollo de las raíces y por lo tanto aumenta la pérdida de agua por las hojas. Es importante que las raíces se desarrollen antes que el tallo.

La temperatura de los esquejes es otra variable decisiva en los índices de supervivencia. Cuanto más estable y constante sea (día y noche) mejor. La temperatura ideal sería 25º a 28°C en las raíces y tres o cuatro grados menos en torno a las hojas, lo que minimiza la transpiración, y por lo tanto la deshidratación de los esquejes según, (Gallego, 2001).

2.7.3 Luz

Según Hartmann y Kester. (1999) en todos los tipos de crecimiento y desarrollo de las plantas, la luz es de importancia primordial como fuente de energía para la fotosíntesis. En el enraizamiento de estacas (esquejes), los productos de la fotosíntesis son importantes para la iniciación y crecimiento de las raíces.

También es importante mencionar que durante el proceso de enraizamiento los esquejes no necesitan mucha luz. Basta con colocarlos en un rincón abrigado para protegerlo del sol directo. (Gallego, 2001).

María Elisa Quispe Callisaya 24 Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)

2.8 DESARROLLO ANATÓMICO DE LAS RAÍCES EN LAS ESTACAS

Ipizia (2011) señala que las raíces adventicias son aquellas que se originan de cualquier otra parte de la planta diferente de las raíces, del embrión y sus ramas.

También menciona que las raíces adventicias son de dos tipos: raíces pre-formadas, comúnmente llamadas chupones o chichones, como ocurre en la Queñua y el Aliso, que se desarrollan en los tallos cuando todavía están adheridas a la planta madre, pero que no emergen hasta después que se corta la porción de tallo. Las raíces de lesiones se desarrollan o emergen sólo luego que se tiene el material de propagación listo; es una respuesta al efecto de la lesión del corte como ocurre con el sauce, el sauco, el álamo o el pajuro.

Los cambios que visiblemente se aprecian en el material a propagar son los siguientes:

 Formación de raíces iníciales en ciertas células cercanas a los haces vasculares, las que se han vuelto meristemáticas por diferenciación.

 Desarrollo posterior de estas raíces en primordios de raíces organizadas.

 Desarrollo y emergencia de estos primordios radicales y los tejidos conductores del propio material a propagar.

Para Hartmann y Kester (1999), el proceso de desarrollo de las raíces adventicias en las estacas de tallo puede dividirse en tres fases, las cuales se detallan más adelante

2.8.1 Iniciación de los primordios de raíz

En muchas plantas su formación es después que se ha hecho la estaca, la misma que en plantas herbáceas se inicia afuera y entre los haces vasculares, las que dividiéndose forman grupos de células para constituir el primordio de raíz que se conecta con el haz vascular adyacente. Al emerger del tallo, la raíz adventicia

María Elisa Quispe Callisaya 25 Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)

generalmente tiene diferenciada una cofia y los sistemas de tejidos ordinarios de la raíz, así como una conexión vascular completa.

2.8.2 Iníciales de raíces preformadas

En algunas plantas, las iníciales de raíz adventicias se forman durante el desarrollo del tallo intacto y están presentes cuando se obtienen las estacas. Estas están latentes hasta que son colocadas en condiciones ambientales favorables. Las iníciales de raíz preformadas no es esencial para el enraíce.

2.8.3 Callo y emergencia de las nuevas raíces

En estacas colocadas en condiciones favorables, se forma un callo en su extremo basal, como una masa irregular de células parenquimatosas en diversos estados de lignificación que se originan de células de la región del cambium vascular y el floema adyacente. Con frecuencia, las primeras raíces aparecen a través del callo, conduciendo esto a la suposición de que la formación de callo es esencial para el enraizado, sin embargo son independientes. El hecho de que con frecuencia ocurra de manera simultánea se debe a su dependencia de condiciones internas y ambientales análogas.

2.9 SUSTRATO

2.9.1 Suelo

La organización para las naciones unidas para la agricultura y alimentación (FAO 1986), considera el suelo como el medio para el crecimiento de las plantas, además que ofrece soporte mecánico, abastece de agua, oxígeno y proporciona nutrientes.

Hartmann y Kester, (1999); manifiestan que el suelo está formado por materiales en estado sólido, líquido y gaseoso, y para que las plantas tengan un crecimiento satisfactorio tales materiales deben encontrarse en proporciones adecuadas.

La parte sólida está compuesta por formas orgánicas e inorgánicas. La parte inorgánica está constituida por residuos de la roca madre, después de la

María Elisa Quispe Callisaya 26 Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)

descomposición debida de ésta. La porción orgánica está constituida por organismos vivos y organismos muertos, estos últimos en diferentes estados de descomposición forman la materia orgánica. La porción líquida del suelo, está formada por agua, la cual contiene en solución algunos minerales como el oxígeno y el dióxido de carbono. Finalmente la parte gaseosa del suelo, es de suma importancia para el crecimiento de las plantas, pues proporciona oxígeno a las raíces y a ciertos microorganismos deseables.

2.9.2 Sustrato

Goitia (2000) citado por Condori (2006) señala que un sustrato es la mezcla de distintos materiales utilizados en un vivero entre los que encontramos Tierra vegetal, tierra negra, arenilla, lama, guano, compost y tierra de lugar y el sustrato que se quiere utilizar debe contener un mayor número de nutrientes y una textura franco limosa a franco arcillosa. En este sustrato las plántulas crecen y se desarrollan hasta su establecimiento en plantación.

Estos difieren poco según cultivo y técnicas empleadas es previsible que se empiecen a diferenciar diversas tipologías de sustratos para semilleros, para enraizamiento de esquejes y para forestales. A medida que se desarrolla la planta, la evapotranspiración aumenta; por ello es necesario que el sustrato proporcione un suministro continuo de agua y elementos nutritivos, y de aeración suficiente al mismo tiempo. Es importante la facilidad del mecanismo del llenado de las bandejas de multiplicación, además de la necesidad de que requiere un sustrato principalmente fibroso. Por ello los sustratos para la multiplicación se suelen basar en mezclas de turba y tierra (Collí 2005).

Chávez y Egoavil (1991) citados por Hoyos, (2004) indican que "el sustrato es la tierra en la cual se crían o se desarrollan las plantas" y sus componentes pueden ser:

María Elisa Quispe Callisaya 27 Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)

a) Tierra Componente básico que de acuerdo a las características puede variar en el contenido nutritivo y las condiciones de drenaje cuando se le agrega otros componentes.

b) Arena Componente que se utiliza para mejorar las condiciones de la tierra, con la finalidad de tener un mejor enraizamiento, favorecer la filtración de agua y evitar el endurecimiento del substrato.

c) Abono Sustancia de origen animal o vegetal que puede o no ser agregado a la tierra o arena (substrato), esto para complementar los elementos nutritivos necesarios para un buen desarrollo de las plantas.

d) Turba. La turba está formada por restos de vegetación acuática, de pantanos o maristas, que han sido conservados debajo del agua en estado de descomposición parcial, mencionado por Hartmann H. y Kester D. (1999) e) Cascarilla de Arroz. Mollitor 2004, manifiesta que como materiales orgánicos se pueden emplear cortezas, chips de madera, compost de diversos orígenes, fibras de coco y subproductos agroindustriales. Sobre las características de la cascarilla como materia del sustrato Calderón 2001, menciona que es un subproducto de la industria molinera, que se produce ampliamente en las zonas arroceras y que ofrece buenas propiedades para ser usado como sustrato brindando características como la de guardar temperatura permitiendo acelerar el proceso de germinación de semillas.

2.9.3 Propiedades requeridas en los sustratos o mezclas

Castañeda (1984) mencionado por Condori (2006) señala que hay medios y mezclas que se usan y tienen propiedades en común, las cuales son esenciales para una planta:

 Medio consistente y denso para que las estacas permanezcan en su lugar durante el enraizado.

María Elisa Quispe Callisaya 28 Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)

 Retentivo en humedad, que no necesite ser regado con demasiada frecuencia.

 Debe ser poroso, de modo que el exceso de agua se drene, permitiendo una duración adecuada.

 Libre de hierbas, nematodos y patógenos.

 Debe tener un pH adecuado para que la estaca se pueda propagar.

2.9.4 Funciones del sustrato

Las planitas requieren continuamente agua para su crecimiento y para otros procesos fisiológicos como la transpiración; dicha agua debe ser suministrado por medio del sustrato en que se encuentran.

Las raíces de plantas están constituidas por tejidos vivos que necesitan gastar energía para crecer y para los procesos fisiológicos. La energía par dichas actividades fisiológicas es generada por la respiración aerobia, lo cual requiere un suministro continuo de oxígeno. El producto de, esta respiración es CO2, el cual pude acumularse en niveles tóxicos si no se dispersa en la atmosfera. Por consiguiente el sustrato debe ser lo suficiente poroso como para proporcionar un cambio eficiente de oxígeno y dióxido de carbono.

2.9.5 Medio de enraíce

Hartmann H. y Kester D. (1999) mencionan que las estacas de muchas especies de plantas enraízan con facilidad en una gran diversidad de medios, pero en aquellas que lo hacen con dificultad puede tener gran influencia el tipo de medio de enraíce que se use no solamente en el porcentaje de estacas enraizadas sino también en el sistema radicular formado.

De acuerdo a Hartmann y Kester, (1999); el medio de enraicé tiene tres funciones:

 Mantener a las estacas en su lugar durante el periodo de enraizamiento.

 Proporcionar humedad.

María Elisa Quispe Callisaya 29 Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)

 Permitir la penetración del aire a la base de la estaca.

2.9.6 Desinfección del sustrato

Padilla y Ramos, (1998) mencionado por Hoyos (2004); recomiendan la desinfección del sustrato, para evitar la proliferación de enfermedades, hongos y microorganismos que puedan dañar las plántulas. En viveros grandes la desinfección se la realiza utilizando productos químicos como el Formol al 40%, Bromuro de metilo, etc., pero el manejo de los mismos requiere de manos expertas; no obstante también es posible desinfectar con agua hervida, siendo éste un procedimiento menos costoso y de fácil ejecución.

Arbolandino (1994), citado por Callisaya (1999) denota que para evitar la presencia de larvas de insectos y hongos que puedan dañar a las plántulas recomienda hacer una desinfección del sustrato que puede ser:

 Usando agua hirviendo, que se aplica 15 litros para 2 m2 de sustrato con una regadera de ducha fina, 24 horas antes de la siembra; donde el éxito depende de una buena distribución del agua en el substrato.

 Utilizando formaldehído (250 cm3 de formol al 10% disuelto en 15 litros de agua), distribuido en 3 m2 de substrato, para protegerlo se debe usar un plástico para evitar la evaporación de los gases. Después de 48 horas se destapa y se comprueba que el olor penetrante del formol haya desaparecido.

2.10 BASES FISIOLÓGICAS EN LA FORMACIÓN DE RAÍCES

2.10.1 Auxinas

Hurtado y merino (1991), mencionan que las auxinas se sintetizan en el ápice de crecimiento (ápice apical) y tejidos jóvenes (hojas y yemas).

Ipizia (2011) menciona que las auxinas de origen natural, intervienen en el crecimiento del tallo, formación de raíces, inhibición de yemas laterales, en la caída de hojas, frutos, y en la activación de las células del cambium. Las auxinas

María Elisa Quispe Callisaya 30 Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)

intervienen en la división y diferenciación celular, y formación de raíces adventicias que se forman de los tallos. Durante la formación de las raíces adventicias en tallos tratados con auxinas, las células inicialmente se dividen en forma desorganizada para dar lugar a una masa de tejido que se asemeja a un tumor y que recibe el nombre de callo, para posteriormente formar los primordios radiculares.

En cuanto a la acción de las auxinas en la formación y el desarrollo de raíces, ésta se efectúa en dos períodos básicos:

 Período de iniciación, donde se forman los meristemos.

 Período de elongación y crecimiento de la raíz, donde la punta de la raíz crece hacia afuera a través de la corteza.

2.10.2 Auxinas naturales

Las auxinas existen en forma natural en las plantas, son productos elaborados en el metabolismo vegetal. Los principales centros de síntesis de las auxinas son los tejidos apicales meristemáticos de los órganos aéreos tales como los brotes en eclosión, hojas jóvenes, pedúnculos en crecimiento, flores e inflorescencias y en pequeñas cantidades se sintetiza en los meristemos de apicales de raíz (Maldonado, 1990).

2.10.3 Mecanismos de acción

Hartmann y Kester (1998), indican que la auxina inicia un mecanismo de acidificación (liberación de protones), en la membrana citoplasmática; con la disminución del pH se activan enzimas estos hidrolizan los componentes de la pared celular y se suelta la pared; el potencial (debido a la presión) disminuye; entra agua, volumen celular aumenta; la célula crece; aun no está claro como se inicia la bomba de protones; también hay un efecto de la auxina sobre el metabolismo de ácidos nucleicos y proteínas.

María Elisa Quispe Callisaya 31 Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)

2.10.4 Transporte

Según Villarroel (1997), indica que las auxinas se dirigen desde el ápice a la base pero no en sentido contrario, tanto en la raíz como en el tallo muchas de las respuestas y correlaciones del crecimiento realizado por la auxina depende precisamente de este carácter de su desplazamiento. A esto se debe que la auxina producida por la yema apical de una rama puede desplazarse y afectar el crecimiento de la misma.

La auxina es transportada por medio de un mecanismo dependiente de energía, alejándose en forma basipétala desde el punto apical de la planta hacia su base, este flujo de auxina reprime el desarrollo de brotes axilares laterales a lo largo del tallo, manteniendo de esa forma la dominancia apical.

2.11 ENRAIZADORES NATURALES

Vilela (1999) citado por Reynel (2002) realizo el estudio del comportamiento de tres activadores naturales en el prendimiento y enraizamiento de estacas de Algarrobo Prosopis sp., encontrando máximos porcentajes de enraizamiento con un 54% a los 49 días, bajo un tratamiento con miel de abeja.

Condori (2006) menciona que en la aplicación de enraizadores naturales con extracto de sauce en la propagación vegetativa de Arce (Acer negundo) dio mejores resultados. Asimismo con la aplicación de agua de coco obtuvo un porcentaje de prendimiento de 65%.

2.12 INVESTIGACIONES EN LA PROPAGACION DE QUEÑUA

Uno de los mayores problemas para la propagación de especies forestales nativas por vía asexual es el poco conocimiento de las técnicas de propagación en vivero.

Respecto a otras investigaciones en la propagación vegetativa de queñua no se tiene muchos estudios en nuestro país ya que recién en los últimos años se ha ido tomando importancia a esta especie forestal Polylepis sp, pero se tiene las siguientes investigaciones en nuestro país.

María Elisa Quispe Callisaya 32 Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)

Hoyos (2004) realizo la propagación vegetativa de Polylepis tarapacana con la aplicación de diferentes niveles de ANA (acidonaftalacetico) y el uso de tres sustratos, en Oruro-Bolivia, donde obtuvo como promedio un porcentaje de prendimiento de 55%.

Soto (1995), realizo la determinación de sustratos para el enraizamiento de esquejes de queñua (Polylepis incana HBK) de tres procedencias, el cual fue desarrollado en los viveros de Arbolandino-Perú.

Olivera (1992), investigo la propagación asexual de especies nativas en Polylepis sp.en el vivero de la Candelaria (Cochabamba-Bolivia) a los cinco meses de la evaluación obtuvo un 60% de prendimiento.

En donde se llegaron a realizar bastante investigación respecto a la propagación de Polylepis sp fue en Ecuador, seguido por Perú, de los cuales se cita a algunos, como ser.

Facundo (2010), realizo el “Enraizamiento de esquejes y estacas de Yagual (Polylepis Racemosa) sometidos a cinco tipos de sustratos en la zona la Libertad Provincia del Carchi”, llegando a obtener un 91,5% de promedio en prendimiento a los 120 días.

León (2008), realizo la “Propagación de dos especies de yagual (Polylepis incana y Polylepis racemosa), utilizando dos enraizadores orgánicos y dos enraizadores químicos en el Vivero forestal del Crea en el cantón y provincia del Cañar” Tesis, Escuela Superior técnica de Chimborazo, Facultad Recursos Naturales, Riobamba- Ecuador, quien obtuvo un 93,2% y 45,7% de prendimiento a los 120 días del estudio.

Estos son algunas de las investigaciones encontradas en otros países, como se puede aseverar tienen muy buenos resultados con la propagación vegetativa.

María Elisa Quispe Callisaya 33 Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)

2.13 COSTOS DE PRODUCCIÓN

2.13.1 Costos

Se define costo como la suma de valores de los bienes y servicios insumidos en un proceso productivo, estos valores se pueden expresar a través de gastos, amortizaciones e intereses. (Bachtold, 1982). La contabilidad de costos es una fase de la contabilidad general, por medio de la cual se registran, analizan e interpretan los detalles de los costos de material, mano de obra y gastos indirectos necesarios para producir un artículo (Aguilar et al., 1994).

2.13.2 Costos fijos

Es la suma de las erogaciones que se realizan en una empresa en forma constante y de manera forzosa, independientemente del volumen de producción o de que no se produzca; como ejemplo se tienen la renta del local, depreciación de la maquinaria, depreciación del equipo e instalaciones, impuestos y cargas sociales de los trabajadores y otros gastos. Cuando más se produzca más baja el costo de producción de cada unidad ya que los costos fijos se repartirán entre mayor número de unidades. (Bachtold et al., 1987).

2.13.3 Costos variables

Son costos que, si se aumenta la producción aumentan, y si se disminuye la producción, disminuye; es decir varían según como varia el volumen producido los costos que varían al variar la producción son: los costos de los insumos, remuneración del personal eventual contratado (si es para aumentar la producción o despido si se quiere disminuir la producción), impuestos y cargas sociales de los trabajadores eventuales contratados o despedidos, costos de algunos servicios como luz y agua empleados directamente con la producción (Martínez et al., 1986).

María Elisa Quispe Callisaya 34 Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)

2.13.4 Depreciación

Define a la depreciación, como el monto que se deprecia un bien por año, en el que intervienen los factores como, costo inicial, costo final (10% del costo inicial), vida útil, seguros intereses, (Martínez et al., 1986).

2.13.5 Costo total

Es la suma de los costos fijos, variables y semi variables, es decir todos los costos de los insumos para la producción (Bachtold, 1982). Es la suma de los costos fijos totales más los costos variables totales (Salvatore, 1982).

María Elisa Quispe Callisaya 35 Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)

3. METODOLOGÍA

3.1 UBICACIÓN DEL ESTUDIO

El presente trabajo se realizó en el vivero de la comunidad de Huancané, cantón Huancané, del municipio de Batallas de la segunda sección de la Provincia Los Andes del Departamento de La Paz (PDM, 2006).

3.1.1 Ubicación geográfica Huancané se encuentra ubicado geográficamente entre los paralelos 16° 00’ y 16° 21’57’’ de Latitud Sur y 68° 13’ 15’’ y 68° 4’54’’ de Longitud Oeste y una altitud de 3800 msnm., a 65 km Nor oeste de la ciudad de La Paz y a 6 km de la población de Batallas.

Fuente: Mapas Bolivia Figura 3. Ubicación del municipio de Batallas.

María Elisa Quispe Callisaya 36 Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)

Fuente: Mapas Bolivia Figura 4. Ubicación del vivero de la comunidad de Huancané.

María Elisa Quispe Callisaya 37 Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)

3.1.2 Características climáticas

Las características climáticas de la comunidad de Huancané presenta temperaturas que oscilan entre - 4,3 a 16,6ºC a lo largo del año, con presencia de heladas, y una media anual de 8ºC, con una precipitación pluvial de 480 mm con periodo de lluvias de diciembre a febrero. El viento tiene dirección predominante del Norte a lo largo de todo el año, las mayores velocidades se verifican en el periodo agosto-enero (8.2 Km./hora).Los mayores valores de humedad se verifican en el periodo de diciembre – abril (periodo de lluvias con un porcentaje de 72.2%) y los valores de menor humedad corresponden a los meses de junio y julio (46.4%).

3.2 MATERIALES

3.2.1 Material vegetativo Para esta investigación se utilizaron 900 esquejes de queñua (Polylepis besseri) los cuales se recolectaron de la comunidad de Tocopa, Provincia Manco Kapac, del departamento de La Paz.

3.2.2 Herramientas y materiales

 Picota  Fierro  Nylon negro  Pala  Alambres  Regadera  Rastrillo  Malla milimétrica  Manguera  Tijera de podar  Baldes  Formol  Carretilla  Regla  Maderas  Flexo metro

3.2.3 Materiales de gabinete

 Cámara fotográfica  Papel  Libreta de campo  Planillas para la toma de datos  Equipo de computación  Tablero

María Elisa Quispe Callisaya 38 Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)

3.2.4 Sustrato

 Turba  Arena corriente  Cascarilla de arroz  Arena

3.2.5 Sustancias enraizadoras  Extracto de sauce ( 100 % pureza) - Agua (jugo) de coco ( 100 % pureza)

3.3 METODOLOGÍA

METODOLOGIA ESTABLECIMIENTO DEL EXPERIMENTO

Determinación de áreas de estudio.

Preparación del sustrato y desinfección

Preparación del área de enraizamiento

RECOLECCIÓN Y SELECCIÓN DE ESQUEJES Tratamiento de estratificación

PREPARACIÓN DE SUSTANCIAS ENRAIZADORAS Aplicación de enraizadores

TRASPLANTE DE Labores culturales LOS ESQUEJES

Evaluación del experimento

María Elisa Quispe Callisaya 39 Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)

Establecimiento Elección del área de estudio del experimento

Para la evaluación del experimento se opto por una carpa de agrofilm de 250 micras, debido a que se requiere temperaturas por encima de los 20ºC como lo recomienda León (2008), el cual señala que una propagación de la queñua necesita temperaturas ambiente de 30°C – 35°C.

Área de enraizamiento

El enraizado se lo realizo en platabandas de (6x1)m2, donde cada unidad experimental constaba de un espacio de 1m2, cubiertas con mallas milimétricas todas las platabandas, para evitar el exceso de radiación y mejorarla formación de brotes. Donde se tuvo las siguientes dimensiones del área del experimento.

N° De platabandas : 3

Pasillos : 60 cm.

Largo de platabanda : 6 m.

Ancho de platabanda : 1 m.

Área de cada platabanda : 6 m2

Área total : 18 m2

Mendoza (2010), recomienda que para realizar el enraizamiento antes de la introducción del sustrato se debe introducir5 cm. de arena corriente mas cascajo para el drenaje y posteriormente colocarse el sustrato a una altura de 25 cm.

Para las platabandas lo que se llego a realizar primero fue la limpieza de los mismos a una profundidad de 40 cm.

Sustratos

 Preparación del sustrato y desinfección

Los medios de enraizamiento se han preparado con arena, cascarilla de arroz y turba, luego se realizó el desmenuzado y tamizado con el propósito de eliminar los terrones de mayor tamaño y de conseguir una mezcla homogénea.

María Elisa Quispe Callisaya 40 Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)

Posteriormente también se procedió a realizar una desinfección térmica, en el caso de la cascarilla de arroz, y en la turba se hizo la desinfección con formol (a un 20% de mezcla con agua) para evitar la contaminación de posibles enfermedades, lo cual se realizó por recomendaciones de Mendoza, (2010).

Posteriormente se realizó la mezcla de cada sustrato en una relación como se tiene:

Sustrato 1: (2 carretillas de turba, 1 carretilla de arena, 1 carretilla de cascarilla)

Sustrato 2: (2 carretillas de turba, 2 carretillas de arena)

Sustrato 3: (2 carretillas de turba, 2 carretillas de cascarilla)

Luego se hizo la distribución del sustrato en las platabandas, colocando antes grava y arena a una altura de 10 cm, posteriormente se coloco el sustrato establecido para cada tratamiento y por último se armo la semi sombra por platabanda teniendo la siguiente estructura como se tiene en la figura 4.

Malla milimétrica 45 cm.

(semi sombra)

Sustrato 25 cm. Arena y grava 10 cm.

Figura 5. Componentes dentro la platabanda para la propagación de esquejes de queñua Polylepis besseri.

Selección, recolección y tratamiento de los esquejes

Los esquejes se recolectaron de la comunidad de Tocopa, del Municipio de Copacabana, en el cual se seleccionaron arboles madre, los cuales mostraron estar en buenas condiciones sanitarias, además que reunían las características fenotípicas

María Elisa Quispe Callisaya 41 Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)

adecuadas (arboles madres con una altura mayor a dos metros y mayor presencia de chichones, lo cual se notó desprendiendo el ritidoma), como lo recomienda Hoyos, (2004). Se seleccionaron arboles sanos y vigorosos de aproximadamente 2,5 metros de altura y se seleccionaron esquejes de aproximadamente 0.5 a 1 cm de diámetro y 15 a 25 cm de longitud y tres yemas foliares.

Por otra parte la extracción de esquejes debe realizarse con tijeras de podar o un cuchillo limpio y afilado, (nunca deben arrancarse) el corte se lo realiza en el punto de unión entre el esqueje y el tronco del que procede (Robinsón, 2001) Sin embargo DFPA, (1991); manifiesta que teniendo la suficiente experiencia, la extracción también se podrá realizar jalando firmemente el esqueje hacia abajo hasta ocasionar su desprendimiento. El corte deberá ser en bisel o doble bisel.

Y así una vez terminada la selección y verificación, se procedió al corte de los esquejes, con una tijera de podar, evitando rasgaduras y el corte se realizo en la parte intermedia y terminal de cada árbol donde tenían mayor cantidad de chichones. Los esquejes recolectados se colocaron en bolsas plásticas y regadas con abundante agua para evitar la deshidratación de los mismos durante el transporte, para posteriormente colocarse en agua durante 24 hrs, conforme a recomendaciones de Hoyos (2004).

Esta recolección se realizó en el mes de julio según lo recomienda Aguirre (1998) quien indica que se deben hacer las recolecciones entre los meses de mayo y septiembre para la propagación en viveros.

Preparación de los esquejes

Según los técnicos de DFPA, (1991); una vez recolectados los esquejes se proceden a selección por tamaño y es importante que se realice en el mismo lugar de extracción. Luego, debe quitarse las hojas inferiores fisiológicamente maduras (flores y frutos que tuviese el esqueje) y se retiene una o dos hojas superiores, dejando solo el área apical, esta operación es necesaria para evitar que el esqueje pierda humedad rápidamente (Gallego, 2001)

María Elisa Quispe Callisaya 42 Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)

En base a la anterior información la preparación de los esquejes consistió en eliminar una parte de las hojas, además se eliminaron todas las subramillas laterales, con el fin de minimizar el potencial del tejido de pudrición bajo el sustrato y de minimizar la transpiración foliar, dejando simplemente un par de hojas laterales y una yema apical, de la misma manera se eliminó cuidadosamente la corteza (ritidoma) que protege el tallo de los esquejes con la finalidad de facilitar el desarrollo de las raíces preformadas (“chichones”), yemas adventicias y estos esquejes se cortaron a una longitud de 10 a16 cm, según lo recomienda Callisaya(1999).

Tratamiento de estratificación

El tratamiento de estratificación consistió en colocar los esquejes en arena a una humedad del estrato aproximada de 40%, para una estimulación de los esquejes, haciendo amarros de 20 esquejes y colocándose inclinados en los hoyos durante 15 días, en un ambiente controlado.

Algunos autores como Padilla (1983), manifiestan que la arena de rio es un buen sustrato, pero las plantas no pueden mantener mucho tiempo en las camas de recría debido a que carece de reservas para nutrir a las plántulas.

Enraizadores

 Preparación de enraizadores

Para el experimento se preparó dos sustancias que fueron seleccionadas debido a que mostraron buenos resultados en otras investigaciones.

Para el caso del extracto de sauce se siguió el procedimiento de Condori, (2006), se recolecto de ramas de sauce, para posteriormente molerse a una relación de 2,5 kilos de sauce en 4 litros de agua para luego dejarlo en un remojo de 24 hrs para que tenga una mayor concentración.

En el caso del agua de coco se utilizaron 15 cocos y de cada coco se obtuvo 200 a 250 ml de agua obteniéndose un total de 3,5 litros.

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 Aplicación de enraizadores

Los esquejes fueron puestos en dos bañadores que contenían un enraizador diferente (agua de coco y extracto de sauce), donde los tallos estuvieron a 5 cm de la solución, para que recubran los “chichones” de la parte basal, dejando en los enraizadores por 24 horas según Condori (2006) y Reynel et. al. (2002).

 Trasplante de los esquejes

De acuerdo a Gallego (2001); los esquejes deben ser repicados en platabandas según el tamaño. Se debe iniciar con los de mayor tamaño, así se evitará que al crecer haya competencia entre ellos por la luz. Además deben repicarse muy juntos para favorecer la conservación de la humedad.

Para el trasplante se utilizó un repicador según Hoyos (2004), con el cual se realizó hoyos de aproximadamente 5 cm de profundidad para el anclado del esqueje de manera inclinada debido a que los esquejes de Polylepis presentan una curvatura en los tallos y así se sujetó de la parte superior y se presionó fuerte el sustrato para evitar que queden espacios vacíos los cuales perjudicarían al enraizamiento.

Labores culturales

Las labores culturales fueron:

Riego: El riego se lo realizo cada día en las primeras dos semanas (las cuales fueron para mantener una humedad adecuada) y luego se redujo a un día por medio.

Desmalezado: Se lo realizo a partir del 2do mes ya que no se presentaba malezas.

Toma de datos

En la investigación se tomaron datos del trabajo de investigación cada 30 días para las diferentes variables, hasta los 90 días.

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3.4 DISEÑO EXPERIMENTAL Para el estudio de investigación se utilizó el diseño completamente al azar con arreglo factorial de dos factores con tres repeticiones (2x3), y una prueba de medias de Duncan a un nivel de significancia del 5% (Ochoa 2007).

3.4.1 Factores Los factores estudiados en la presente investigación fueron:

Cuadro 2. Factores de estudio evaluados en la propagación de queñua Polylepis besseri. A = ENRAIZADORES B = SUSTRATOS a1 = Agua de coco puro a2 = Extracto de sauce b1 = turba(2 carretillas) + cascarilla de arroz(1 carretillas)+ arena(1 carretillas) b2 = turba(2 carretillas) +arena(2 carretillas) b3 = turba(2 carretillas)+cascarilla de arroz(2carretillas)

3.4.2 Combinación factorial

Según la tabla de doble entrada como regla, se tiene cada combinación como un tratamiento, de la factorial: 2 3 = 6 tratamientos con 3 repeticiones haciendo un total de 18 unidades experimentales, donde el factor A es representado por dos enraizadores naturales (extracto de sauce y jugo de coco) y tres tipos de sustrato siendo estos el factor B.

Cuadro 3. Combinación factorial para cada unidad experimental.

SUSTRATO = B b1 b2 b3 ENRAIZADORES=A

a1 a1b1 a1b2 a1b3

a2 a2b1 a2b2 a2b3

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Conforme a esto se tiene la siguiente combinación por unidad experimental:

a1b1 = (Agua de coco) + (turba2 + cascarilla de arroz1+ arena1)

a1b2 = (Agua de coco) + (turba2 +arena2)

a1b3 = (Agua de coco) + (turba2+cascarilla de arroz 2)

a2b1 = (Extracto de sauce) + (turba2 + cascarilla de arroz1+ arena1)

a2b2 = (Extracto de sauce) + (turba2 +arena2)

a2b3 = (Extracto de sauce) + (turba2+cascarilla de arroz 2)

3.4.3 Modelo lineal estadístico

El modelo lineal estadístico utilizado para el diseño completamente al azar fue el siguiente:

Yijkμαiβj(αβ)ijΕijk

Donde:

Yijk = Cualquier observación

 = Media general

i = Efecto del i-ésimo nivel del factor A (enraizadores)

j = Efecto del j-ésimo nivel del factor B (sustratos)

(  )ij = Efecto de interacción A  B

ij = Error experimental

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3.4.4 Croquis del experimento

Figura 6. Croquis del experimento

3.5 VARIABLES DE RESPUESTA

Para la cuantificación de los tratamientos descritos anteriormente se consideraron las siguientes variables de respuesta que llegaron a responder a los objetivos específicos ya que el porcentaje de prendimiento depende del enraizador y el sustrato y asimismo para las demás variables que son dependientes del prendimiento, y asimismo los resultados obtenidos.

3.5.1 Porcentaje de prendimiento Para la evaluación del porcentaje de prendimiento se lo realizo a la conclusión de la investigación que fue a los 90 días después del trasplante, por conteo simple y luego se demostró en porcentaje las plantas vivas a la conclusión, utilizando la siguiente fórmula.

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NPV %P  100 NPT %P = Porcentaje de prendimiento NPV= Numero de plantas vivas NPT= Numero de plantas totales

3.5.2 Altura de esquejes La altura se evaluó cada 30 días llegando hasta los 90 días después del transplante, la medida fue tomada desde la superficie del sustrato hasta al ápice del tallo con la ayuda de una regla. Para esta variable se hizo la medida del incremento de altura de los esquejes (ya que no todos eran de la misma medida y para no tener errores al inicio del trasplante de los esquejes se tomó la medida inicial de cada uno).

3.5.3 Número de hojas El registro sobre el número de hojas se realizó mediante un conteo simple en el tallo principal y de los brotes, el cual se realizó en intervalos de 30 días, hasta la conclusión del experimento.

3.5.4 Número de brotes Para la evaluación del número de brotes se recabo datos cada 30 días después del trasplante, mediante un conteo simple.

3.5.5 Longitud de la raíz A los 90 días de instalación del ensayo que fue la conclusión del estudio, se procedió a medir con la ayuda de una regla desde la base del tallo hasta el ápice de la raíz más larga, donde se midió a las muestras que sobrevivieron.

3.5.6 Determinación de los costos parciales Para la determinación de costos de producción en la propagación de queñua, se realizó un estimado de los costos fijos y costos variables en que se incurrió, para poder determinar el costo total de cada planta obtenida.

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Depreciaciones

Donde: DP = Depreciación CI = Costo Inicial CF = Costo Final VU = Vida Útil Determinación del costo total

El costo total fue calculado mediante la suma de los costos fijos y los costos variables, utilizando la siguiente fórmula:

Donde: CT = Costo total CVT = Costo variable total CFT = Costo fijo total

María Elisa Quispe Callisaya 49 Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)

4. RESULTADOS Y DISCUSIONES

Para esta investigación, propagación vegetativa de esquejes de queñua , como es de conocimiento respecto a esta especie forestal, no existen muchas investigaciones y técnicas de propagación en nuestro país, en este estudio por lo cual en busca de mejores y buenos resultados se utilizó dos enraizadores naturales y tres tipos de sustratos, en donde se llegó a considerar las variables: porcentaje de prendimiento, altura de planta, numero de hojas, numero de brotes, longitud de la raíz y costos parciales de producción por planta, los cuales de una manera llegaron a responder la investigación llegando a obtener los siguientes resultados.

4.1 Evaluación de los sustratos utilizados en la investigación El análisis de suelo para cada sustrato se realizó en el laboratorio del Instituto Boliviano de Ciencia y Tecnología Nuclear I.B.T.E.N. Los resultados y su interpretación se muestran a continuación.

Cuadro 4. Resultados de análisis de los sustratos evaluados en la propagación vegetativa de esquejes de queñua Polylepis besseri.

Parámetro Unidad Sustrato Sustrato Sustrato (S1) (S2) (S3) Nitrógeno total %N 0,334 1,271 0,344 Fosforo %P 0,072 0,128 0,077 Potasio %K 0,043 0,143 0,031 Carbono orgánico % 6,333 25,462 5,065 Calcio %Ca 0,233 0,667 0,214 Magnesio %Mg 0,090 0,146 0,107 Sodio %Na 0,017 0,039 0,016 Cobre Ppm 5,633 4,651 5,598 Zinc Ppm 49,917 64,404 53,904 Manganeso Ppm 121,667 197,189 118,439 Hierro % 0,343 0,412 0,361 pH en agua 1:5 - 7,89 7,76 7,70 Conductividad mS/cm 0,315 0,835 0,282 eléctrica en agua 1:5 Materia orgánica % 2,97 3,48 3,01 Humedad % 29,16 68,89 29,01 Materia seca % 70,84 31,11 70,99 Fuente: (IBTEN) Instituto Boliviano de Ciencia y Tecnología Nuclear

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Según Ayala (2009), la preparación de un suelo es dotarlo de buenas propiedades físicas, en especial la aireación. Entre un suelo arcilloso y otro arenoso.

Así es que Rodríguez et al.(2000), indica que es importante conocer el pH porque este valor permite tener una idea sobre el grado de disponibilidad de los nutrientes minerales en el suelo, y respecto a los resultados de los análisis de los sustratos el pH se encuentra en los rangos aceptables.

Los nutrientes detectados en el sustrato que se indican en el cuadro 4, tiene importancia ya que estos ayudan de gran manera a la disponibilidad de los nutrientes y a la asimilación de la misma.

Respecto a los elementos identificados mencionamos que el nitrógeno según Chilon (1997), es un componente esencial de la clorofila, el fosforo es un componente esencial del material energético, además favorece la división celular e intensifica el crecimiento radicular, el zinc de igual manera cumple una función de la producción de auxinas en las hojas que ayudan a la formación de raíces.

Las principales diferencias que se observan entre los sustrato responden a los siguientes parámetros evaluados: pH, potasio, conductividad eléctrica, materia orgánica, nitrógeno total y fosforo asimilable hecho que se puede justificar la diferencia de los rendimientos encontrados entre las diferentes variedades en estudio.

Chilón (1997), indica que en un sustrato-suelo para la producción y desarrollo de plantas debe tener un contenido bueno de materia orgánica, lo cual en un rango de 2 a 4% es un buen contenido.

Con relación a los nutrientes, un exceso de nitrógeno se traduce en una mayor sensibilidad a las enfermedades y el incremento de brotes axilares. El fosforo es esencial sobre todo en la primeras fases de desarrollo, ya que potencia el desarrollo de las raíces. El potasio mejora el aspecto y aumenta el vigor de las plantas su carencia ocasiona la formación de tallos débiles de escasa consistencia (Zuñiga et al., 2004).

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4.2 Porcentaje de prendimiento

En el Cuadro 5, de análisis de varianza para la variable porcentaje de prendimiento, se determinaron efectos altamente significativos (P<0.05), y el coeficiente de variación alcanza al 6,21%, aspecto que fortalece la inferencia de la misma respecto al factor en estudio, lo cual indica que los datos cumplen con los requerimientos y se encuentran dentro del rango permitido menores a 30%.

Cuadro 5. Análisis de varianza para el porcentaje de prendimiento en la propagación de queñua Polylepis besseri, con la aplicación de enraizadores y sustrato.

FV GL SC CM FC P(5%) Signif. Enraizador(A) 1 672,22 672,22 81,76 0,0001 ** Sustrato(B) 2 461,77 230,885 28,08 0,0001 ** Enr*sust(A*B) 2 19,11 9,555 1,16 0,3457 NS Error 12 98,66 8,2216667 TOTAL 17 1251,76 *(Significativo), * *(altamente significativo), NS (no significativo) CV=6,21% En el análisis de varianza se observa efectos altamente significativos para los dos factores de estudio, enraizadores (A), tipo de sustrato (B),lo cual nos indica que entre enraizadores existen diferencias significativas donde los enraizadores favorecieron y tuvieron influencia en el porcentaje de prendimiento así mismo el sustrato tuvo un comportamiento propio en el desarrollo de la planta, coadyuvando en su desarrollo de forma independiente; y en las interacciones de los factores A*B (enraizadores*sustrato) no influyeron de forma significativa.

Para esta variable que es el porcentaje de prendimiento cabe destacar que se llego a considerar a la conclusión del estudio que fue a un lapso de 90 días después del plantío.

María Elisa Quispe Callisaya 52 Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)

Prueba de promedios para enraizador

En la figura 7, se muestra la prueba de promedios de rango múltiple de Duncan (P<0.05) y dispersión correspondiente a la variable porcentaje de prendimiento, donde la comparación secuencial para el porcentaje de prendimiento promedio para los dos enraizadores, extracto de sauce y agua de coco, respecto a la amplitud mínima significativa (AMS) viene representada por las letras minúsculas “a” y “b”, que denotan que promedios unidos por la misma letra no son significativamente diferentes.

60 52,22%

50 40,00% 40

30 a 20 b % Prendimiento % 10

0 Extracto de sauce Agua de coco Enraizadores Figura 7. Comparación de medias para enraizadores en el porcentaje de prendimiento de los esquejes de Polylepis besseri.

El análisis para la variable porcentaje de prendimiento (Tabla 4), presenta diferencia estadísticamente significativas, por lo cual se procedió a la prueba de medias.

Realizada la prueba de Duncan (P<0.05) se observa que existen diferencias estadísticas significativas, entre los enraizadores aplicados Extracto de sauce y Agua de coco. En la figura 7, nos muestra que el enraizador que presento mayor porcentaje de prendimiento a la conclusión del estudio, fue el Extracto de sauce alcanzando un 52,22% y el Agua de coco 40,00% que registro menor porcentaje de prendimiento, el cual se presume fue debido a distintos factores, uno de ellos fue el registro de muy bajas temperaturas, y otro factor que pudo influir en el porcentaje de propagación fue al ataque del hongo Fusarium oxisporum, ya que se encontró

María Elisa Quispe Callisaya 53 Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)

esquejes que tenían un necrosamiento en la parte de la base del tallo, como es característico de este hongo.

Conforme a lo obtenido se puede establecer que los resultados obtenidos para el porcentaje de prendimiento están en un rango aceptable, ya que en nuestro país no existe muchos estudios relevantes respecto a esta especie, así también no existe métodos y técnicas adecuadamente establecidas que ayuden a obtener un mejor porcentaje, como menciona Condori (2006), en la propagación de Arce nagundo obtuvo un porcentaje de prendimiento del 40% a 80% con la aplicación del extracto de sauce y de un 30% a 70% con agua de coco, otros estudios realizados de propagación de queñua tenemos, Hoyos (2004), obtuvo un 55% de prendimiento con la aplicación de ANA (acido naftalacetico) en la propagación de Polylepis tarapacana, León (2009), a los 90 días obtuvo un porcentaje de prendimiento de 91,3% en Polylepis racemosa y 45,9% en Polylepis incana, además obtuvo un mayor porcentaje de prendimiento de 75,6% con la aplicación de enraizador té de estiércol.

Al respecto Reynel, et. Al. (2002) mencionan que con la aplicación de agua de coco en la propagación de Huaranguillo (acacia horriacidda) se obtuvo un porcentaje de sobrevivencia de 35,6% a 56,5%.

Según Padilla y Murillo (2005) citado por Ríos (2011), para lograr un adecuado enraizamiento de las estacas, esquejes es necesario establecer un vivero en un lugar que permita obtener los tres factores principales; a) reducción en la actividad fotosintética, b) humedad relativa alta (>80 a 90%) y un buen manejo de estrés hídrico, y c) una temperatura ambiente entre 30 y 35 °C.

En la presente investigación los porcentajes de prendimiento obtenido pueden deberse a que las variaciones del factor climático como ser la temperatura y la humedad relativa varían con relación a cada año, además de variar con el lugar donde se realizó la propagación, ya que las investigaciones mencionadas en su mayoría fueron en Ecuador en donde presentan condiciones climáticas muy diferentes al altiplano norte de nuestro país y además de tener gran diversidad de investigaciones realizadas.

María Elisa Quispe Callisaya 54 Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)

Además se alude a que se pudo obtener estos resultados debido a que no existen técnicas establecidas para la propagación y manejo de la queñua en nuestro país y departamento.

Prueba de promedios para sustrato

En la figura 8, se muestra la prueba de promedios de rango múltiple de Duncan (P<0.05) y dispersión correspondiente a la variable porcentaje de prendimiento, donde la comparación secuencial porcentaje de prendimiento promedio para los tres sustratos, S1 (2Turba:1Cascarilla:1Arena), S2 (2Turba:2Arena) y S3 (2Turba:2 Cascarilla), respecto a la amplitud mínima significativa (AMS) viene representada por las letras minúsculas “a”, “b” y “c”, que denotan que promedios unidos por la misma letra no son significativamente diferentes.

60 52,67

50 45,33

40,33 40

30 a b 20

% Prendimiento % c

10

0 SUST 2 SUST 1 SUST 3

Sustratos

Figura 8. Comparación de medias para sustrato en el porcentaje de prendimiento de los esquejes de Polylepis besseri.

Donde se puede apreciar que el S2 es más eficiente al presentar un porcentaje de prendimiento de 52,67%, el S1 con un 45,33% a diferencia del S3 que obtuvo un bajo porcentaje de prendimiento de 40,33%.

En la presente investigación se buscó utilizar el sustrato más adecuado para una mayor propagación y buscando características como indica Castañeda (1994)

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mencionado por Condori (2006) señala que hay medios y mezclas que se usan como sustrato y tienen propiedades en común, las cuales son esenciales para una planta: un medio consistente y denso para que las estacas y/o esquejes permanezcan en su lugar durante el enraizado, retentivo en humedad, que no necesite ser regado con demasiada frecuencia, debe ser poroso, de modo que el exceso de agua se drene, permitiendo una duración adecuada, libre de hierbas, nematodos y patógenos, debe tener un pH adecuado para que la estaca se pueda propagar.

Al respecto de acuerdo a Calderón 2005, citado por Facundo (2010) las características físicas de los sustratos son de gran importancia para el normal desarrollo de la planta, pues determinan la disponibilidad de oxígeno, la movilidad del agua y la facilidad para la penetración de la raíz.

Facundo (2010), en la propagación de Polylepis incana obtuvo un 97,6% de plantas viables con el sustrato (tierra de paramo) resultó mayor a los demás sustratos mientras que el sustrato (tierra de páramo + cascajo + estiércol bovino) con 95,1 % de viabilidad fue menor a los demás. Al respecto Cruz (1999) obtuvo un promedio de 76,12% de sobrevivencia con un sustrato (2 Tierra agrícola:2 Estiércol ovino y 2Turba) y con un sustrato en alta concentración de estiércol obtuvo 47,68% de prendimiento en la propagación de Polylepis racemosa.

En esta investigación realizada se puede aseverar que se obtuvo el porcentaje de prendimiento de 52, 66% por las condiciones edáficas que tuvo el sustrato (2Turba:2Arena), 45,33% (2Turba:1Cascarilla:1Arena), y 40,33% con (2Turba:2 Cascarilla), en el S3 se obtuvo un menor porcentaje debido a que el sustrato era muy suelto y no anclaba de manera adecuada las raíces.

Por su parte el menor porcentaje de prendimiento puede ser atribuido a la pudrición provocada por el hongo Fusarium oxisporum. Al respecto Cedeño, 2001 citado por Tovar 2008 menciona que la especie fitopatógeno ocasiona pérdidas importantes en la mayoría de las plantas perennes y anuales encontrándose entre las enfermedades más comunes causadas por este fitopatógeno como también el llamado damping-off o caída de las plántulas. al respecto León (2008) indica que para la propagación de

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queñua se requiere que el sustrato tenga temperaturas promedio de 20°C a 15 °C y una temperatura ambiente de 30°C – 35°C, lo cual fue difícil de controlar en la presente investigación, debido a las características climáticas de la región. .

4.3 Altura de planta

En el Cuadro 6, de análisis de varianza para la variable altura de la planta, se determinaron efectos significativos (P<0.05), y el coeficiente de variación alcanza al 9,75%, aspecto que fortalece la inferencia de la misma respecto al factor en estudio, lo cual indica que los datos cumplen con los requerimientos y se encuentran dentro del rango permitido menores a 30%.

Cuadro 6. Análisis de varianza para la variable altura en la propagación de queñua Polylepis besseri, con la aplicación de enraizadores y sustrato.

FV GL SC CM FC P(5%) Signif. Enraizador(A) 1 36,52 36,52 28,48 0,0002 * Sustrato(B) 2 21,78 10,89 8,49 0,005 * Enr*Sust(A*B) 2 5,45 2,725 2,12 0,1622 NS Error 12 15,39 1,2825 TOTAL 17 79,14 *(significativo), * *(altamente significativo), NS (no significativo) CV=9,75% En el análisis de varianza se observa efectos significativos para los dos factores de estudio, enraizadores (A), tipo de sustrato (B), lo cual nos indica que entre enraizadores existen diferencias significativas donde los enraizadores favorecieron en la altura y desarrollo de la planta así mismo el sustrato tuvo una influencia sobre la raíz coadyuvando en su desarrollo de forma independiente; y en las interacciones de los factores A*B (enraizadores*sustrato) no influyeron de forma significativa.

Prueba de promedios para enraizador

En la figura 9, se muestra la prueba de promedios de rango múltiple de Duncan (P<0.05) y dispersión correspondiente a la variable altura de planta, donde la

María Elisa Quispe Callisaya 57 Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)

comparación secuencial altura de planta promedio para los dos enraizadores, extracto de sauce y agua de coco, respecto a la amplitud mínima significativa (AMS) viene representada por las letras minúsculas “a” y “b”, que denotan que promedios unidos por la misma letra no son significativamente diferentes.

14 13,04

12 10,19 10

8 a

6 b

4

2 Incremento de altura (cm) altura deIncremento 0 Extracto de sauce Agua de coco

Enraizadores Figura 9. Comparación de medias para enraizadores en el incremento de altura de los esquejes de Polylepis besseri.

Se puede apreciar que la aplicación del extracto de sauce fue más eficiente al presentar un incremento de altura de 13,03 cm a diferencia del agua de coco que obtuvo un incremento de 10,19 cm.

Conforme a la figura 9,se menciona que durante el ciclo del trabajo, el crecimiento fue de forma ascendente, en donde los tratamientos a2b2 en las tres repeticiones obtuvo una mayor altura seguido de los tratamientos a2b1, el cual se asume que por efecto del enraizador que es el extracto de sauce por contener una mayor concentración de auxinas, al respecto Bidwell(1979) mencionado por Condori (2006), señala que por la distribución basipetala de las auxinas forman raíces en el extremo basal y tallo en el extremo apical, y la misma implica en la formación de órganos, división y alargamiento celular, dominancia apical y síntesis de proteínas.

María Elisa Quispe Callisaya 58 Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)

Prueba de promedios para sustrato

En la figura 10, se muestra la prueba de promedios de rango múltiple de Duncan (P<0.05) y dispersión correspondiente a la variable altura de planta, donde la comparación secuencial altura de planta promedio para los tres sustratos, S1 (2Turba:1Cascarilla:1Arena), S2 (2Turba:2Arena) y S3 (2Turba:2 Cascarilla), respecto a la amplitud mínima significativa (AMS) viene representada por las letras minúsculas “a”, “b” y “c”, que denotan que promedios unidos por la misma letra no son significativamente diferentes.

14 13,12 11,19 12 10,52 10 8 a (cm) 6 b 4 b

2 Incremento de la altura la deIncremento 0 SUST 2 SUST 1 SUST 3 Sustratos Figura 10. Comparación de medias para sustrato en el incremento de altura de la propagación de esquejes Polylepis besseri.

Respecto a la figura se aprecia que el S2 fue más eficiente al presentar un promedio en el incremento de altura de 13,12 cm, el S1 con un 11,19 cm a diferencia del S3 que obtuvo un promedio de 10,52 cm.

Respecto al enraizamiento Hartmann H. y Kester D. (1999) mencionan que las estacas de muchas especies de plantas enraízan con facilidad en una gran diversidad de medios, pero en aquellas que lo hacen con dificultad puede tener gran influencia el tipo de medio de enraíce que se use no solamente en el porcentaje de estacas enraizadas sino también en el sistema radicular formado. Igualmente Padilla, (1985); indica que cuando el medio de enraíce (sustrato) es ligero, suelto,

María Elisa Quispe Callisaya 59 Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)

esterilizado, de temperatura abrigada y con humedad permanente, pero no excesiva se logra una rápida formación de raíces.

Sin embargo Gallego, (2001); afirma que "manteniendo una humedad adecuada y una temperatura correcta y constante, los esquejes enraizarán en cualquier sustrato. No obstante el medio de enraíce (sustrato) es muy importante ya que puede influir en las características de raíces formadas, en algunos casos pueden dar origen a raíces largas no ramificadas, y en otras pueden ser ramificadas, delgadas y flexibles. (Donahue, 1987 citado por Hoyos 2004).

Conforme a los datos obtenidos en el incremento de altura en los tres diferentes sustratos podemos decir que se encuentran en los rangos de incremento adecuados, al respecto Soto (1995) obtuvo un incremento de altura de 8cm con un sustrato de arena en la propagación de Polylepis incana y un incremento de 14,8 cm con sustrato arboleda (3Tierra agrícola:2Tierra negra: 2Estiercol:3Arena). Al respecto León (2008) obtuvo un incremento de altura de 10,5 cm en Polylepis racemosa y 5,98 cm en Polylepis incana a los 90 días de propagación.

4.4 Número de hojas

En el Cuadro 7, de análisis de varianza para la variable número de hojas, se determinaron efectos significativos (P<0.05), y el coeficiente de variación alcanza al 3,076%, aspecto que fortalece la inferencia de la misma respecto al factor en estudio, lo cual indica que los datos cumplen con los requerimientos y se encuentran dentro del rango permitido menores a 30%.

Cuadro 7. Análisis de varianza para la variable número de hojas en la propagación de queñua Polylepis besseri, con la aplicación de enraizadores y sustrato. GL SC CM FC P(5%) Signifi. FV Enraizador(A) 1 0,8106 0,8106 13,13 0,0035 * Sustrato(B) 2 2,7291 1,36455 22,10 <,0001 ** Enr*Sust(A*B) 2 0,2454 0,1227 1,99 0,1796 NS Error 12 0,7408 0,06173333 TOTAL 17 4,5259 *(significativo), * *(altamente significativo), NS (no significativo) CV=3,076%

María Elisa Quispe Callisaya 60 Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)

En el análisis de varianza se observa efectos significativos para los dos factores de estudio, enraizadores (A), tipo de sustrato (B), lo cual nos indica que entre enraizadores existen diferencias significativas donde los enraizadores favorecieron en el número de hojas así mismo el sustrato tuvo una influencia sobre el desarrollo en el número de hojas de forma independiente; y en la interacciones de los factores A*B (enraizadores*sustrato) no influyeron de forma significativa.

Prueba de promedios para enraizador

En la figura 11, se muestra la prueba de promedios de rango múltiple de Duncan (P<0.05) y dispersión correspondiente a la variable número de hojas, donde la comparación secuencial número de hojas promedio para los dos enraizadores, extracto de sauce y agua de coco, respecto a la amplitud mínima significativa (AMS) viene representada por las letras minúsculas “a”. “b” y “c”, que denotan que promedios unidos por la misma letra no son significativamente diferentes.

8,4 8,30 8,3

8,2 8,1 8 a 7,9 7,86

7,8 Número de hojas de Número 7,7 b 7,6 Extracto de sauce Agua de coco Enraizadores

Figura 11.Comparación de medias para enraizadores en el número de hojas de los esquejes de Polylepis besseri.

Se puede apreciar que la aplicación del extracto de sauce fue más eficiente al presentar un número de hojas de 8,30 a diferencia del agua de coco que obtuvo 7,86 hojas, lo cual se presume fue al contenido de auxinas en el extracto de sauce que aporto al desarrollo de las hojas.

María Elisa Quispe Callisaya 61 Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)

Al respecto, Harttman y Kester (1999), mencionan que la presencia de hojas en las estacas ejerce una gran influencia estimulante sobre al iniciacion de raices adventicias, ademas de que las hojas son los productores de la fotosintesis (carbohidratos) y tambien son grandes productores de auxinas que son transportadas a traves del floéma a la base de la estaca de manera natural y otras sustancias que tambien ayudan a la formacion de raices y asi el desarrollo de la planta.

Ademas cabe destacar que la longitud de los esquejes tambien son influyentes para la formacion de hojas como menciona Yañez (2011), indica que las estacas de mayor longitud tiene mayor cantidad de reservas y energia, en esta investigacion como se menciono anteriormente se utilizo estacas de 10 a 20 cm de longitud y los de mayor longitud son los que obtuvieron mayor numero de hojas.

Respecto a la variable evaluada podemos mencionar que la cantidad de hojas obtenidas en los tratamientos de 8,30 con el extracto de sauce es un buen resultado ya que al respecto Hoyos (2004) menciona que con AIB (acido indol butirico) en la propagacion de Polylepís tarapacana obtuvo un promedio de número de hojas de 6,25.

Prueba de promedios para sustrato

En la figura 12, se muestra la prueba de promedios de rango múltiple de Duncan (P<0.05) y dispersión correspondiente a la variable número de hojas, donde la comparación secuencial número de hojas promedio para los tres tipos de sustratos, que fueron; S1 (2Turba:1Cascarilla:1Arena), S2 (2Turba:2Arena) y S3 (2Turba:2 Cascarilla), respecto a la amplitud mínima significativa (AMS) viene representada por las letras minúsculas “a”. “b” y “c”, que denotan que promedios unidos por la misma letra no son significativamente diferentes.

María Elisa Quispe Callisaya 62 Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)

8,6 8,39 8,4 8,31 8,2 8 7,8 a a 7,6 7,52

Numero de Numero hojas 7,4 7,2 b 7 SUST 2 SUST 1 SUST 3 Sustratos Figura 12. Comparación de medias para sustrato en el número de hojas en la propagación de los esquejes de Polylepis besseri.

Para el número de hojas se puede apreciar que se tiene dos grupos diferenciados estadísticamente significativos, en el primer grupo están los sustratos S2 y S1 dentro los que no hubo mucha diferencia ya que el promedio obtenido en ambos fue de 8,39 y 8,31 hojas respectivamente, los cuales resultaron ser más eficientes con relación al grupo dos que contempla al sustrato S3 con el que se obtuvo 7,52 hojas en promedio.

Conforme a la prueba de medias obtenidas con relación al sustrato se menciona que son buenos resultados obtenidos, al respecto Cruz (1999) en la propagación de Polylepis incana obtuvo un número de hojas de 9,67 a 11,05 y Hoyos (2004), indica que en la propagación de Polylepis tarapacana con el sustrato sajama obtuvo un numero de hojas de 6,8 a 9,05 de promedio.

4.5 Número de brotes

En el Cuadro 8, de análisis de varianza para la variable número de brotes, se determinaron efectos significativos (P<0.05), y el coeficiente de variación alcanza al 6,28%, aspecto que fortalece la inferencia de la misma respecto al factor en estudio, lo cual indica que los datos cumplen con los requerimientos y se encuentran dentro del rango permitido menores a 30%.

María Elisa Quispe Callisaya 63 Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)

Cuadro 8. Análisis de varianza para la variable número de brotes en la propagación de queñua Polylepis besseri, con la aplicación de enraizadores y sustrato.

FV GL SC CM FC P(5%) Signif. Enraizador(A) 1 0,0098 0,0098 0,46 0,5084 NS Sustrato(B) 2 0,3693 0,18465 8,76 0,0045 * Enr*Sust(A*B) 2 0,0057 0,00285 0,14 0,8749 NS Error 12 0,253 0,02108333 TOTAL 17 0,6378 *(significativo), * *(altamente significativo), NS (no significativo) CV=6,28%

En el análisis de varianza se observa efectos significativos para el factor sustrato (B), donde cada sustrato tuvo una influencia en la formación de brotes de forma independiente y para el factor de estudio enraizador (A), y en la interacciones de los factores A*B (enraizadores*sustrato) no influyeron de forma significativa.

Prueba de promedios para enraizador

En la figura 13, se muestra la prueba de promedios de rango múltiple de Duncan (P<0.05) y dispersión correspondiente a la variable número de brotes, donde la comparación secuencial número de brotes promedio para los dos enraizadores, extracto de sauce y agua de coco, respecto a la amplitud mínima significativa (AMS) viene representada por las letras minúsculas “a” y “b”, que denotan que promedios unidos por la misma letra no son significativamente diferentes.

2,34 2,33

2,33 2,32 2,31 2,3 a 2,29 2,29 Número de Número brotes 2,28 a 2,27 Extracto de sauce Agua de coco Enraizador Figura 13. Comparación de medias para enraizadores en el número de brotes obtenidos en la propagación de esquejes Polylepis besseri.

María Elisa Quispe Callisaya 64 Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)

En la figura 13 no se muestran diferencias significativas para el número de brotes ya que la diferncia obtenida es minima siendo 2,33 brotes con la aplicación de el extracto de sauce y de 2,29 brotes con la aplicación de agua de coco.

En base a estos resultados obtenidos se menciona que son datos que se encuentran dentro el rango conforme a otras investigaciones de propagacion de Polylepis, al respecto, León (2008), menciona que en la propagacion de Polylpepis racemosa obtuvo un promedio en número de brotes de 2,3 con la aplicación de té de estiercol y 1,25 brotes con Romots.

Facundo (2010), en la propagacion de Polylepis incana obtuvo un promedio de 2,4 brotes por planta. En cambio Lamaico (2011), obtuvo 1,13 y 2,23 con la aplicación de ANA en la propagacion de Polylepis incana Khunt. Con lo mencionado podemos decir que los datos obtenidos en el numero de brotes se encuentra dentro de un rango aceptable ya que son buenos resultados respecto a la variable evaluada.

Conforme a los resultados obtenidos Harttman y Kester (1999) indican que el crecimiento del brote es resultado de la expansión celular que depende de la plasticidad en la pared celular, además de indicar buenos resultados de enraizamiento en la planta, ya que es en donde se tiene contenidos de hormonas de manera natural que ayudan al enrizamiento de la planta.

Prueba de promedios para sustrato

En la figura 14, se muestra la prueba de promedios de rango múltiple de Duncan (P<0.05) y dispersión correspondiente a la variable número de brotes, donde la comparación secuencial número de brotes promedio para los tres tipos de sustratos, que fueron; S1 (2Turba:1Cascarilla:1Arena), S2 (2Turba:2Arena) y S3 (2Turba:2 Cascarilla), respecto a la amplitud mínima significativa (AMS) viene representada por las letras minúsculas “a”, “b” y “c”, que denotan que promedios unidos por la misma letra no son significativamente diferentes.

María Elisa Quispe Callisaya 65 Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)

2,5 2,46

2,4 2,36

2,3

2,2 a a 2,11 2,1

Número debrotes Número 2 b 1,9 SUST 2 SUST 1 SUST 3 Sustratos Figura 14. Comparación de medias para sustrato en el número de brotes obtenidos en la propagación de esquejes Polylepis besseri.

Después de realizar la prueba de Duncan, se observan dos grupos claramente diferenciados, entre los que existen diferencias significativas; un grupo formado por S2 y S1 que obtuvieron 2,46 y 2,36 brotes en promedio, no existiendo diferencias estadísticamente significativas entre si y el otro grupo por el sustrato S3 con 2,11 brotes en promedio.

Para Facundo (2010), el sustrato no es muy influyente para el número de brotes en la propagacion de queñua, tambien menciona que con (tierra de páramo + cascarilla + turba) se obtiene 2,5 brotes/plántula, el menor número de brotes obtuvo el tratamiento con el material vegetativo esquejes en el sustrato (tierra de paramo + arena + bagazo de caña) que alcanzó 1,2 brotes por planta en la propagación de Polylepis incana. Al respecto se menciona que en la investigacion realizada con la aplicación de los diferentes sustratos el número de brotes/planta obtenidos son buenos resultados respecto a otras investigaciones realizadas.

4.6 Longitud de Raíz

En el Cuadro 9, de análisis de varianza para la variable longitud de raíz, se determinaron efectos altamentesignificativos (P<0.05), y el coeficiente de variación alcanza al 2,43%, aspecto que fortalece la inferencia de la misma respecto al factor

María Elisa Quispe Callisaya 66 Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)

en estudio, lo cual indica que los datos cumplen con los requerimientos y se encuentran dentro del rango permitido menores a 30%.

Cuadro 9. Análisis de varianza para la variable longitud de raíz en la propagación de queñua Polylepis besseri, con la aplicación de enraizadores y sustratos.

GL SC CM FC P(5%) Signif. FV Enraizador(A) 1 23,16 23,16 471,05 0,0001 ** Sustrato(B) 2 10,16 5,08 103,32 0,0001 ** Enr*Sust(A*B) 2 0,19 0,095 1,93 0,1859 NS Error 12 0,59 0,0491667 TOTAL 17 34,1 *(Significativo), * *(altamente significativo), NS (no significativo) CV=2,43% En el análisis de varianza se observa efectos altamente significativos para los dos factores de estudio, enraizadores (A), tipo de sustrato (B), lo cual nos indica que entre enraizadores existen diferencias significativas donde los enraizadores tuvieron una acción independiente, favoreciendo en la estimulación y aceleraron la formación de las raíces así mismo el sustrato tuvo una influencia sobre la raíz coadyuvando en su desarrollo de forma independiente; y en la interacciones de los factores A*B (enraizadores*sustrato) no influyeron de forma significativa.

Prueba de promedios para enraizador

En la figura 15, se muestra la prueba de promedios de rango múltiple de Duncan (P<0.05) y dispersión correspondiente a la variable longitud de raíz, donde la comparación secuencial para la longitud de raíz promedio para los dos enraizadores, extracto de sauce y agua de coco, respecto a la amplitud mínima significativa (AMS) viene representada por las letras minúsculas “a” y “b”, que denotan que promedios unidos por la misma letra no son significativamente diferentes.

María Elisa Quispe Callisaya 67 Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)

12

10,25 10 7,98 8

6 a 4 b

2 Longitud de(cm) raiz Longitud 0 Extracto de sauce Agua de coco Enraizadores Figura 15. Comparación de medias para enraizadores en la longitud de raíz de los esquejes de Polylepis besseri.

Mediante la figura 15, se puede apreciar que la aplicación del extracto de sauce fue más eficiente para la longitud de la raíz obteniendo un promedio de 10,25 cm a los 90 días, a diferencia de los tratamientos con agua de coco que obtuvieron 7,98 cm de longitud en promedio.

Para la formacion de las raices es muy importante el contenido de auxinas, como menciona Hartmann y Kester (1999), las plantas poseen de manera natural auxinas en las yemas y hojas, las cuales son transportadas.

Para la longitud de la raiz existen variaciones que son principalmente por influencia de los enraizadores naturales, donde se supone que a traves de la aplicación de estas por la mayor concentracion de auxinas y giberelinas en el extracto de sauce y agua de coco ya que estas son principales para el enraizamiento.

Se deduce que el extracto de sauce y agua de coco tienen algunas auxinas naturales y que estas se transportan dentro de las plantas por distintas rutas, y en tallos de crecimiento el transporte de las auxinas es mas rapido hacia las raices que a los apices del tallo. Al respecto Hartmann y Kester (1999) indican que el sauce en sus yemas forma unas sustancias de tipo hormonal y que estimulan la formacion de raices.

María Elisa Quispe Callisaya 68 Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)

Respecto a los enraizadores Condori (2006), en la propagacion de Arce nagundo obtuvo una longitud de raiz de 9,8 cm con la aplicacion de extracto de sauce y 9,06 con agua de coco, asimismo Leon (2008) en la propagacion de dos especies de Polylepis racemosa e incana con la aplicación de té de estiercol obtuvo una longitud de 8,8 cm y 7,4 cm con la aplcacion de Roomots.

Por lo que se menciona que Los 10,25 cm de largo de la raiz son aceptables ya que, según ILCE (2011) es conveniente que el sistema radicular se presente bien desarrollado, lo que permite obtener plantas con buen vigor y listas para el trasplante al sitio definitivo.

Prueba de promedios para sustrato

En la figura 16, se muestra la prueba de promedios de rango múltiple de Duncan (P<0.05) y dispersión correspondiente a la variable longitud de raíz, donde la comparación secuencial para la longitud de raíz promedio para los tres tipos de sustratos, que fueron; S1 (2Turba:1Cascarilla:1Arena), S2(2Turba:2Arena) y S3(2Turba:2 Cascarilla), respecto a la amplitud mínima significativa (AMS) viene representada por las letras minúsculas “a”. “b” y “c”, que denotan que promedios unidos por la misma letra no son significativamente diferentes.

12

10,06

10 9,06 8,22 8 a 6 b 4 c

Longitud de(cm) raiz Longitud 2

0 SUST 2 SUST 1 SUST 3 Sustratos Figura 16. Comparación de medias para sustrato en la longitud de raíz de la propagación de esquejes Polylepis besseri.

María Elisa Quispe Callisaya 69 Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)

Realizando la prueba de Duncan (P<0.05) se observa que existen diferencias significativas entre los tres sustratos, y se puede apreciar que el S2 resulto ser más eficiente al presentar un promedio mayor en la longitud de la raíz de 10,06 cm a diferencia de los sustratos S1 que obtuvo un promedio de 9,06 cm y S3 un promedio de 8,22 cm en la longitud de la raíz.

Conforme a los resultados obtenidos en la investigación Infojardin (2008), afirma que el tamaño de raíces es directamente proporcional a la calidad de la estructura del sustrato donde se puede ver efectos de compactación en el sistema radicular por lo tanto “raíces largas y gruesas, sustrato más grueso, raíces cortas y finas, sustrato más fino”.

En cambio Urrestarazo, (2006) citado por Facundo (2010), sostiene que las turbas tienen excelentes propiedades físicas y químicas permitiendo mayor crecimiento rápido de las raíces, retienen nutrientes cerca de las raíces y permiten una menor frecuencia de riego, lo cual se asevera al obtener una longitud de raíz de 10,06 cm y 9,06 cm con los, S2 (2Turba:2Arena) y el S1 (2Turba:1Cascarilla:1Arena) los cuales tienen un buen porcentaje de turba que es el que obtuvo mayores resultados

Respecto a esta variable de estudio otros autores indican haber obtenido una longitud de raíz de 5,32 cm a 15,50 cm de promedio obteniendo un mejor resultado con un sustrato de (2Turba:2Estiercol:2Tierra agrícola) en la propagación de Polylepis incana, Cruz (1999). Facundo (2010) con un sustrato constituido por (tierra de paramo + cascajo + estiércol bovino) marcó una longitud promedio de raíces de 15,4 cm, valor que diferenció de los otros sustratos como (tierra de páramo + pomina + humus) que con 9,4 cm resultó menor a las demás, esto en la propagación de Polylepis incana.

4.7 Análisis general de las variables de estudio

En base al cuadro 10, donde se relaciona de manera general todas las variables de repuesta, se deduce que en las variables; porcentaje de prendimiento, altura de planta, número de hojas y longitud de raíz los enraizadores tuvieron un

María Elisa Quispe Callisaya 70 Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)

comportamiento propio uno del otro y además cabe destacar que para las variables mencionadas el extracto de sauce tuvo un mejor comportamiento en el desarrollo de las plantas así como en la formación de la raíz. Para la variable número de brotes los enraizadores no tuvieron un efecto estadísticamente significativo, es decir que no se obtuvo diferencias de un enraizador al otro.

Cuadro 10.Relación entre todas las variable de estudio consideradas en la propagación vegetativa de esquejes de queñua Polylepis besseri.

Cuadrados medios Porcentaje Altura Número de Número Longitud FV P (5%) de P (5%) P (5%) de P (5%) P (5%) prendimient de hojas de raíz planta brotes o Enraizador(A) 672,22 0,0001 36,52 0,0002 0,8106 0,0035 0,0098 0,5084 23,16 0,0001 Sustrato(B) 230,885 0,0001 10,89 0,005 1,36455 <,0001 0,18465 0,0045 5,08 0,0001 Enr*sust(A*B) 9,555 0,3457 2,725 0,1622 0,1227 0,1796 0,00285 0,8749 0,095 0,1859 Error 8,221666 1,2825 0,0617333 0,02108333 0,0491667 CV % 6,21 9,75 3,076 6,28 2,43

En el caso de los sustratos si se presentó diferencias significativas para cada una de las variables que se tiene en el cuadro 9, y conforme a los resultados obtenidos se menciona que el sustrato S2 (2Turba:2Arena) tuvo mejores resultados seguido del sustrato S1 (2Turba:1Cascarilla:1Arena), y por último se tuvo al sustrato S3 (2Turba:2 Cascarilla), lo cual puede aseverarse al contenido de la turba ya que tiene un buen contenido de materia orgánica.

Además cabe destacar que en todas las variables de estudio contempladas en el cuadro los coeficientes de variación se encuentran dentro de los rangos aceptados, es decir que son menores al 30%.

4.8 Análisis de costos parciales para la producción de plantines de queñua

Se realizó un análisis de los costos parciales, sobre la producción de plantines de Polylepis besseri mediante la propagación vegetativa, donde en los costos variables

María Elisa Quispe Callisaya 71 Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)

se llegaron a considerar la preparación de los enraizadores (mano de obra), tipos de sustratos, desinfección del sustrato, material vegetal, etc.

Cuadro 11. Costos totales de producción por tratamiento para 150 plantines de Queñua (Polylepis besseri) expresado en (Bs).

Tratamientos Costos totales Agua de Agua de Agua de Extracto Extracto Extracto de Coco + Coco + S2 Coco + S3 de Sauce de Sauce Sauce + S3 S1 + S1 + S2 Costo activo 42,08 42,08 42,08 42,08 42,08 42,08 Costos Fijos 42,08 42,08 42,08 42,08 42,08 42,08 Costos Variables 451,28 445,28 433,28 420,24 414,24 402,24 Costos totales 493,36 487,36 475,36 462,32 456,32 444,32 Nº de esquejes 150,00 150,00 150,00 150,00 150,00 150,00 Bs/Esqueje 3,29 3,25 3,17 3,08 3,04 2,96 Porcentaje de prendimiento 40,7 46,0 30,7 50,0 59,3 41,3 Número de plantas vivas 61,0 69,0 46,0 75,0 89,0 62,0 Precio de los plantines 6,0 6,0 6,0 6,0 6,0 6,0 Ingreso neto 366,0 414,0 276,0 450,0 534,0 372,0 B/C 0,7 0,8 0,6 1,0 1,2 0,8 A. C + S1 = Agua de Coco + Sustrato (Turba + Arena + Cascarilla de arroz) A. C + S2= Agua de Coco + Sustrato (Turba + Arena) A. C. + S3 = Agua de Coco + Sustrato (Turba + Cascarilla de arroz) E. S. + S1= Extracto de Sauce + Sustrato (Turba + Arena + Cascarilla de arroz) E. S. + S2 = Extracto de Sauce + Sustrato (Turba + Arena) E. S. + S3 = Extracto de Sauce + Sustrato (Turba + Cascarilla de arroz)

Conforme al Cuadro 11, se observan los costos de producción para 150 esquejes, teniendo la evaluación por tratamiento con decremento del 10% con el fin de eliminarla sobre estimación del producto, de acuerdo a las recomendaciones del CIMMYT (1988).

En el mismo cuadro se observan los diferentes enraizadores y sustratos utilizados en el experimento, donde expresa el costo de producción por plantín, respecto al tipo de enraizador y sustrato.

Para producir un plantin de queñua utilizando agua de coco y el sustrato S3 (A.C.+ S3), se obtuvo un costo de 3.17 Bs/plantin, siendo este el costo más bajo con la aplicación de agua de coco, a diferencia de la producción con (A.C.+ S2) se tiene un

María Elisa Quispe Callisaya 72 Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)

costo de 3.29 Bs/plantin siendo el costo más mayor, y con respecto al uso del extracto de sauce con el (E.S + S3) se obtuvo un costo de 2.96 Bs/plantin, siendo este el costo de producción más bajo y para el enraizador (E.S.+S2) se obtuvo un costo de 3.08 Bs/plantin respectivamente.

1,4

1,2 1,2

1,0 1,0 0,8 0,8 0,8 0,7 B/C 0,6 0,6 0,4

0,2

0,0 Agua de Agua de Agua de Extracto Extracto Extracto Coco + Coco + Coco + de Saucede Saucede Sauce S1 S2 S3 + S1 + S2 + S3

Tratamientos Figura 17. Comparación de beneficio obtenido respecto a cada tratamiento en la propagación de queñua (Polylepis besseri).

En la figura 17, se puede observar la comparación que se realizó para los diferentes tratamientos en base a el beneficio costo obtenido el cual se elaboró conforme a el porcentaje de prendimiento obtenido, del cual el que adquirió mayor beneficio fue el (Extracto de sauce +Sustrato 3), siendo de 1,2 Bs. A pesar del porcentaje de prendimiento que se llegó a tener.

María Elisa Quispe Callisaya 73 Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)

5. CONCLUSIONES

A partir de los resultados obtenidos, bajo las condiciones en las que se efectuó el presente estudio, se establecen las siguientes conclusiones.

Conforme a la primera hipótesis nula que se planteó sobre los enraizadores se rechaza, puesto que los enraizadores naturales en estudio presentan diferencias estadísticas con relación a las variables; porcentaje de sobrevivencia, altura de planta, número de hojas y longitud de la raíz.

 Para el porcentaje de prendimiento el enraizador extracto de sauce tuvo mayor efecto con un 52,22% de prendimiento a diferencia del agua de coco que obtuvo un 40,00% de prendimiento, lo cual se atribuye a que el sauce tiene un gran contenido de hormonas en la yemas que ayudan a la formación de raíces, ya que para el extracto se utilizó las ramas apicales.  Respecto al incremento de la altura de los esquejes se encontró efectos significativos, con la aplicación de los enraizadores, donde con el extracto de sauce se obtuvo un mayor incremento de un 13,04 cm y con el agua de coco un 10,19 cm.  En el caso del número de hojas, de igual manera se tuvo un efecto independiente de los enraizadores, donde con el extracto de sauce se obtuvo 8,30 hojas y con el agua de coco 7,86 hojas.  En caso del número de brotes para el efecto enraizador no se llegó a obtener diferencias significativas ya que para ambos enraizadores extracto de sauce y agua de coco, se obtuvo los promedios de 2,33 y 2,29 brotes respectivamente.  Para la longitud de raíz y respecto el efecto del enraizador utilizado se tiene que con el extracto de sauce se obtuvo una mayor longitud que fue 10.25 cm y con el agua de coco 7,98 cm.

Se rechaza la segunda hipótesis nula que se planteó sobre los sustratos, puesto que los que se tuvo en estudio presentaron diferencias estadísticas con relación a las

María Elisa Quispe Callisaya 74 Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)

variables, para lo que se presenta las siguientes conclusiones a partir de los resultados obtenidos.

 Los sustratos de igual manera tuvieron una influencia significativa para el porcentaje de sobrevivencia, donde el S2 (2turba:2Arena) obtuvo una mayor sobrevivencia de 52,67%, y luego el S1 (2Turba:1Arena:1Cascarilla) un 45,33% y el S3 (2Turba:2Cascarilla) el 40,33%.  Para el efecto de los sustratos en el incremento de la altura se tiene 3,12 cm con el S2 (2turba:2Arena), 11,19 cm con el S1 (2Turba:1Arena:1Cascarilla) y 10,52 cm con el S3 (2Turba:2Cascarilla).  Respecto los sustratos entre S1 y S2 no se presentaron diferencias significativas entre sí, obteniéndose 8,31 y 8,39 hojas respectivamente, pero con relación sustrato S3 si hubo diferencias ya que con este solo se obtuvo 7,52 hojas.  En relación al número de brotes, Para los sustratos S2 y S1 no hubo diferencias entre si ya que se llego a obtener 2,46 y 2,36 respectivamente, en cambio para el sustrato S3 se obtuvo 2,11 brotes.  Respecto a los sustratos se obtuvo 10,06 cm con el S2 (2Turba:2Arena), 9,06 cm para el S1 (2Turba:1Arena:1Cascarilla) y 8,22 cm con el S3 (2Turba:2Cascarilla)

Conforme a la investigación realizada se concluye en base a las evaluaciones realizadas con las variables de estudio el enraizador que tuvo mejores efectos en cada uno fue el extracto de sauce.

En base a los costos de producción parciales se tiene que con E.S. + S3 ( Extracto de Sauce + Sustrato (Turba + Cascarilla de arroz)) se tiene un costo 2,96 Bs por platin siendo el costo más bajo y con A. C + S1 (Agua de Coco + Sustrato (Turba + Arena + cascarilla) se obtuvo un costo de 3,29 Bs por plantin siendo el mayor costo. Conforme a lo q se alude que con el uso de extracto de sauce con el sustrato S3 se tiene menores costos para así obtener mayor ingreso.

María Elisa Quispe Callisaya 75 Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)

Pero haciendo la relación con el porcentaje de prendimiento en la investigación es mejor utilizar el E.S. + S2 extracto de sauce con el S2 (sustrato turba y arena).

María Elisa Quispe Callisaya 76 Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)

6. RECOMENDACIONES

 Para una corroboración de los resultados obtenidos de esta investigación se recomienda realizar más estudios de propagación de la especie Polylepis besseri con el uso de los enraizadores mencionados.

 Se recomienda seguir en la busca de otros enraizadores naturales para incrementar el porcentaje de prendimiento y una buena formación de raíces.

 Se recomienda también el utilizar diferentes sustratos y los que se uso en esta investigación, para una corroboración y así tener una tentativa de sustrato adecuado para el enraizamiento de la especie Polylepis besseri.

 Para la propagación de queñua en las diferentes especies se recomienda realizarlo en una época húmeda y con muy buenas temperaturas, debido a que requieren una temperatura promedio de 30 a 35ºC y las temperaturas muy bajas llegarían a influir en el prendimiento, lo cual debe considerarse conforme a las características climáticas del lugar en donde se quiere propagar, ya que respecto a esto la época de propagación varia, además que no existe definido la época de propagación de esta especie.

 Realizar más estudios que sean de respaldo a esta investigación con sustratos que fueron utilizados, además de buscar diferentes opciones de combinación de sustratos y con diferentes insumos que ayuden a la obtención de un mayor porcentaje de prendimiento y una buena formación de raíces en la especies Polylepis.

 Se recomienda no utilizar la cascarilla de arroz en una mayor proporción en el sustrato debido a que esta se descompone y puede llegar a quemar las raíces adventicias.

 Buscar métodos o técnicas adecuadas que puedan facilitar o ayudar a la propagación de esta especie, debido a que no existe una técnica determinada de su propagación vegetativa.

María Elisa Quispe Callisaya 77 Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)

7. REVISIÓN DE LITERATURA

AGUILAR.C.Y BOREL R. 1994.Proyecto Apoyo al desarrollo forestal comunal de la región alto andina, ARBOLANDINO. Puno – Perú

AGUIRRE. A. 1988. Propagación de especies forestales de la región andina del Perú. Ed. E:I:R:L:: Consejo Nacional de Ciencia y Ecología. Lima – Perú. 20-80 pp.

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María Elisa Quispe Callisaya 81 Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)

María Elisa Quispe Callisaya 82 Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)

ANEXO 1. Planillas utilizadas para la toma de datos de la propagación de queñua (Polylepis besseri)

PLANILLA TOMA DE DATOS

TESIS: PROPAGACION DE QUEÑUAS

BLOQUE:……………………….TRATAMIENTO………….………….FECHA……………………

MUESTRA ALTURA Nº DE HOJAS Nº DE BROTES OBSERVACIONES

María Elisa Quispe Callisaya 83 Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)

ANEXO 2. Datos de temperatura registrados dentro del ambiente en la propagación de queñua (Polylepis besseri).

40 35 34,3 33,3 33,7

32,1 30,5 30,6 31,4 C 30 29,6 30,2 29,3 ° 28,9 28,2 25 20 15

Temperatura 10 5,8 5 4,5 5,2 3,3 4,2 3,8 3,5 2,4 1,8 2,9 0 1 1,3 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 tº min ºC Tº max ºC

Fuente: elaboración propia ANEXO 3. Insumos para la propagación de queñua a una proyección de 500 esquejes.

Cuadro 12. Activos fijos considerados en la propagación de queñua

Mensual (3 Activos Fijos Costo Total Vida Útil Depreciación meses) Pala 75 3 25,0 2,08 Carretilla 500 5 100,0 8,33 Picota 80 3 26,7 2,22 Rastrillo 50 3 16,7 1,39 Total 705 14 168,33 14,03

Cuadro 13. Costos variables para la producción de 500 esquejes de queñua Polylepis besseri

Costos totales Agua Agua Agua Extracto Extracto Extracto de de de de Sauce de Sauce de Sauce Coco + Coco + Coco + S1 + S2 + S3 S1 S2 + S3 Pala 6,25 6,25 6,25 6,25 6,25 6,25 Carretilla 25 25 25 25 25 25 Picota 6,67 6,67 6,67 6,67 6,67 6,67 Rastrillo 4,17 4,17 4,17 4,17 4,17 4,17 TOTAL 42,08 42,08 42,08 42,08 42,08 42,08

María Elisa Quispe Callisaya 84 Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)

Cuadro 14. Costos de producción para el tratamiento a1b1 empleado en la investigación.

TRATAMIENTO a1b1

Concepto Unidad Precio Cantidad Total ENRAIZADORES Agua de coco (para 500 esquejes) 53,28 Agua de coco Lt 12 4,44 53,28 Materiales para la desinfección del sustrato 12 Formol Lt 48 0,25 12 SUSTRATOS 0 Sustrato 1 156 Turba Carretillas 15 6 90 Arena Carretillas 12 3 36 Cascarilla de arroz Carretillas 10 3 30 MATERIAL VEGETAL 230 Esquejes Unidad 0,5 150 75 Yutes Unidad 5 2 10 Bolsas plásticas Unidad 0,5 10 5 Mano de obra Día 70 2 140 TOTAL 451,28

Cuadro 15. Costos de producción para el tratamiento a1b2 empleado en la investigación.

TRATAMIENTO a1b2 Concepto Unidad Precio Cantidad Total ENRAIZADORES Agua de coco (para 500 esquejes) 53,28 Agua de coco Lt 12 4,44 53,28 Materiales para la desinfección del sustrato 12 Formol Lt 48 0,25 12 SUSTRATOS Sustrato 2 162 Turba Carretillas 15 6 90 Arena Carretillas 12 6 72 MATERIAL VEGETAL 230 Esquejes Unidad 0,5 150 75 Yutes Unidad 5 2 10 Bolsas plásticas Unidad 0,5 10 5 Mano de obra Día 70 2 140 TOTAL 445,28

María Elisa Quispe Callisaya 85 Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)

Cuadro 16. Costos de producción para el tratamiento a1b3 empleado en la investigación.

TRATAMIENTO a1b3 Concepto Unidad Precio Cantidad Total ENRAIZADORES Agua de coco (para 500 esquejes) 53,28 Agua de coco Lt. 12 4,44 53,28 Materiales para la desinfección del sustrato 12 Formol Lt 48 0,25 12 SUSTRATOS Sustrato 3 150 Turba Carretillas 15 6 90 Cascarilla de Carretillas 10 6 60 arroz MATERIAL VEGETAL 230 Esquejes Unidad 0,5 150 75 Yutes Unidad 5 2 10 Bolsas plásticas Unidad 0,5 10 5 Mano de obra Día 70 2 140 TOTAL 433,28

Cuadro 17. Costos de producción para el tratamiento a2b1 empleado en la investigación.

TRATAMIENTO a2b1

Concepto Unidad Precio Cantidad Total ENRAIZADORES Extracto de Sauce (para 500 esquejes) 22,24 Extracto de Sauce Lt 4 5,56 22,24 Materiales para la desinfección del 12 sustrato Formol Lt 48 0,25 12 SUSTRATOS Sustrato 1 156 Turba Carretillas 15 6 90 Arena Carretillas 12 3 36 Cascarilla de Carretillas 10 3 30 arroz MATERIAL 230 VEGETAL Esquejes Unidad 0,5 150 75 Yutes Unidad 5 2 10 Bolsas plásticas Unidad 0,5 10 5 Mano de obra día 70 2 140 TOTAL 420,24

María Elisa Quispe Callisaya 86 Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)

Cuadro 18. Costos de producción para el tratamiento a2b2 empleado en la investigación.

TRATAMIENTO a2b2

Concepto Unidad Precio Cantidad Total ENRAIZADORES Extracto de Sauce (para 500 esquejes) 22,24 Extracto de Sauce Lt 4 5,56 22,24 Materiales para la desinfección del sustrato 12 Formol Lt 48 0,25 12 SUSTRATOS Sustrato 2 162 Turba Carretillas 15 6 90 Arena Carretillas 12 6 72 MATERIAL 230 VEGETAL Esquejes Unidad 0,5 150 75 Yutes Unidad 5 2 10 Bolsas plásticas Unidad 0,5 10 5 Mano de obra Día 70 2 140 TOTAL 414,24

Cuadro 19. Costos de producción para el tratamiento a2b3 empleado en la investigación.

TRATAMIENTO a2b3

Concepto Unidad Precio Cantidad Total ENRAIZADORES Extracto de Sauce (para 500 esquejes) 22,24 Extracto de Sauce Lt 4 5,56 22,24 Materiales para la desinfección del sustrato 12 Formol Lt 48 0,25 12 SUSTRATOS Sustrato 3 150 Turba Carretillas 15 6 90 Cascarilla de arroz Carretillas 10 6 60 MATERIAL 230 VEGETAL Esquejes Unidad 0,5 150 75 Yutes Unidad 5 2 10 Bolsas plásticas Unidad 0,5 10 5 Mano de obra Día 70 2 140 TOTAL 402,24

María Elisa Quispe Callisaya 87 Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)

Cuadro 20. Cálculo de ingresos obtenidos a una proyección de producción de 500 esquejes

Ingresos Agua de Extracto de Coco Sauce

Producción 500,0 500,0

Pérdida del 10% 50,0 50,0

Rendimiento ajustado 450,0 450,0

Precio 6,0 6,0

Ingreso Bruto 2.700,00 2.700,00

Cuadro 21. Costos fijos y variables de cada tratamiento

Tratamientos Costos Costos Fijos Variables Agua de Coco + S1 42,08 451,28

Agua de Coco + S2 42,08 445,28

Agua de Coco + S3 42,08 433,28

Extracto de Sauce + S1 42,08 420,24

Extracto de Sauce + S2 42,08 414,24

Extracto de Sauce + S3 42,08 402,24

María Elisa Quispe Callisaya 88 Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)

ANEXO 4. Herramientas y materiales utilizados en la propagación vegetativa de esquejes de queñua Polylepis besseri. HERRAMIENTAS Y MATERIALES UTILIZADOS

Picot Pala Tijera de podar Balde a s

Carretilla Flexo Yutes Formol

Sernidor Regadera Regla Sernidor

María Elisa Quispe Callisaya 89 Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)

ANEXO 5. Selección de arboles madre para el corte de esquejes de queñua Polylepis besseri. SELECCIÓN DE ARBOLES MADRE Y RECOLECCIÓN

Selección de árboles con chichones

Selección de árboles madre

Esquejes con “chichones”

CORTE DE LOS ESQUEJES

Esquejes puestos en agua

María Elisa Quispe Callisaya 90 Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)

ANEXO 6. Tratamiento de estratificación en arena a los esquejes de queñua Polylepis besseri. TRATAMIENTO DE ESTRATIFICACIÓN DE ESQUEJES

Apertura de hoyos Esquejes listos para para la estratificación ser puestos en arena

40% de humedad 40% de esquejes los a de Riego

Amarros de 20 esquejes para el tratamiento. Esquejes con chichones más pronunciados a los 15 días de estratificación

María Elisa Quispe Callisaya 91 Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)

ANEXO 7. Preparación de sustratos y desinfección de turba y cascarilla de arroz, para la propagación de esquejes de queñua Polylepis besseri. ……………………………………….. PREPARACIÓN DE SUSTRATOS-TURBA

Desmenuzado y cernido de turba

Turba lista para desinfección. Preparación de Formol al 20% para la desinfección de turba

Aplicación de la solución Turba tapado con agrofilm durante 72 hrs de formol con agua a la

María Elisa Quispe Callisaya 92 Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)

PREPARACIÓN DE SUSTRATOS-CASCARILLA DE ARROZ

Desinfección de la cascarilla de arroz por acción térmica.

ANEXO 8. Mezcla de sustratos S1, S2 y S3, para la propagación vegetativa de esquejes de queñua. ………………………………………….. PREPARACIÓN DE SUSTRATO S1

Mezcla de insumos para el sustrato S1

Arena, turba y Sustrato S1 listo cascarilla de para la platabanda arroz.

María Elisa Quispe Callisaya 93 Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)

PREPARACIÓN DE SUSTRATO S2

Mezcla de insumos para el sustrato S1

Arena y turba, utilizados Sustrato S2 listo para el sustrato S2 para la platabanda

PREPARACIÓN DE SUSTRATO S3

Turba y cascarilla de arroz, Sustrato S3 listo utilizados para el sustrato S3. para la platabanda

Introducción de sustratos a las platabandas

María Elisa Quispe Callisaya 94 Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)

ANEXO 9. Preparación y aplicación de los enraizadores en los esquejes de queñua para la propagación vegetativa. PREPARACIÓN Y APLICACIÓN DE EXTRACTO DE SAUCE

Molido de sauce

Corte de ramas de sauce

Maceración de extracto Esquejes puestos en el de sauce por 48 hrs extracto de sauce

PREPARACIÓN Y APLICACIÓN DE AGUA DE COCO

Esquejes de queñua en Agua de coco para esquejes agua de coco por 24

María Elisa Quispe Callisaya 95 Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)

ANEXO 10. Transplante esquejes de queñua a los distintos sustratos en base a cada tratamiento establecido.……………………………………………………………………………….. TRANSPLANTE DE ESQUEJES A CADA SUSTRATO

Apertura de hoyos

Trasplante de esquejes de queñua

Riego en las platabandas Esquejes ya plantados en los sustratos evaluados

María Elisa Quispe Callisaya 96 Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)

ANEXO 11. Seguimiento y evaluación del desarrollo de los esquejes de queñua Polylepis besseri en base a la aplicación de dos enraizadores naturales y tres tipos de sustratos en el Vivero de la Comunidad de Huancané. ……………….. SEGUIMIENTO A LA PROPAGACIÓN DE QUEÑUA

Toma de datos de Muestreo en las unidades las U.E. experimentales al azar

Riego en las platabandas

María Elisa Quispe Callisaya 97 Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)

ANEXO 12. Evaluación del desarrollo de queñua (Polylepis besseri) a los 15 a 30 días, en base a la aplicación de dos enraizadores y tres tipos de sustratos en el Vivero de la Comunidad Huancané.………………………………………………………………………………

DESARROLLO DE QUEÑUA A LOS 30 Y 60 DIAS

Formación de hojas y brotes a los 30 días.

Brotes de los esquejes de queñua. Brotes de hojas a los 60 días.

María Elisa Quispe Callisaya 98 Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)

ANEXO 13. Seguimiento y evaluación del desarrollo a los 90 días, de los esquejes de queñua Polylepis besseri en base a la aplicación de dos enraizadores naturales y tres tipos de sustratos en el Vivero de la Comunidad de Huancané. ……………….. DESARROLLO DE QUEÑUA A LOS 90 DIAS

Desarrollo de hojas y tallo de la queñua a los 90 días de la investigación

Desarrollo radicular y medición del mismo a los 90 días.

………………..

María Elisa Quispe Callisaya 99 Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)