Universidad Central “Marta Abreu” De Las Villas Facultad De Ciencias Agropecuarias

Universidad Central “Marta Abreu” de Las Villas Facultad de Ciencias Agropecuarias

Tesis en opción al Título Académico de Master en Agricultura Sostenible

Las pudriciones secas de la malanga (Xanthosoma y Colocasia). Etiología y sintomatología.

Autor: Ing. Amaurys Dávila Martínez

Tutores: Dr.Cs. Lidcay Herrera Isla

Dra.C. Maryluz Folgueras Montiel

Santa Clara, 2011

Dedicatoria

A mis hijos, es para ustedes el fruto de mis mayores esfuerzos.

A mi esposa, por brindarme su comprensión y apoyo en todo momento.

A mis padres y hermanos, a quienes con su esfuerzo y dedicación les debo todo lo que soy.

Agradecimientos

A mis tutores Dr.Cs. Lidcay Herrera Isla y Dra.C. Maryluz Folgueras Montiel, por sus valiosos aportes en la elaboración de esta investigación.

Al Ing. René Cupull del Laboratorio de Microbiología Agrícola de la Facultad de Agronomía por aportar sus experiencias y conocimientos sobre el tema, colocando sus instalaciones en función del resultado.

A la Dra. Lilian Morales, Msc. Nilo Maza, Dr. Luis Ruiz, Msc. Ernesto Espinosa y Msc. Magaly García por la revisión del texto y sus oportunos consejos.

A los compañeros del laboratorio de manejo de plagas. Muy especialmente a: José Efraín González, María del Carmen Castellón, Julián González, Xiomara Rojas, Dahert García, Guillermo Cartaya, Yanisleidy García y Heliodoro Fuentes, por su constante colaboración.

A los compañeros del grupo de bioinformática del INIVIT, Carmen, Raisa, Machado y Osmany.

Al colectivo de la biblioteca, Ramón Pérez, Raquel Rojas, Teresa Rodríguez y Yamilet Valle.

A Robertico, Yuniel, Wilfredo, Camilo por su apoyo en la realización de este trabajo.

A María Oliva y Jesús García, por su esfuerzo profundo y cotidiano.

A los profesores del Departamento de Agronomía de la Facultad de Ciencias Agropecuarias de la Universidad Central de las Villas que han enriquecido mis conocimientos y se han consagrado a mi superación profesional.

Llegue a todos los que colaboraron con este resultado mi más sincero agradecimiento

RESUMEN

La determinación de los agentes etiológicos asociados a los daños que se producen en los rizomas de la malanga (Colocasia y Xanthosoma) y la caracterización de los síntomas que se manifiestan en los rizomas a causa de las pudriciones secas, fueron estudiados en el Laboratorio de Fitopatología del Instituto de Investigaciones de Viandas Tropicales (INIVIT) y el Laboratorio de Microbiología Agrícola de la Facultad de Ciencias Agropecuarias de la Universidad Central “Marta Abreu” de Las Villas, mediante la toma de muestras en diferentes provincias del país, el aislamiento, identificación y descripción de los hongos asociados a las pudriciones secas, así como las pruebas de patogenicidad mediante inoculaciones por especies y cruzadas, en el periodo comprendido entre enero de 2009 y noviembre de 2010. Los resultados arrojaron que en el género Xanthosoma aparecen seis especies comunes para las tres regiones edafoclimáticas: R. solani, F. solani, F. chlamydosporum, Phoma sp. F. sulphureum y F. oxysporum. En el género Colocasia se identificaron tres especies comunes para las dos regiones evaluadas (Occidente y Centro): F. sulphureum, R. solani y F. solani. De forma distintiva en la región Central se encontraron las especies patógenas: F. oxysporum, F. chlamydosporum, y S. rolfsii y en la región Occidental, Phoma sp. Se confirmó la patogenicidad de las principales especies fúngicas identificadas. Se reporta por primera vez en Cuba la presencia de F. sulphureum, F. chlamydosporum y Phoma sp. en el cultivo de la malanga.

TABLA DE CONTENIDOS

1. INTRODUCCIÓN ...... 1 2. REVISIÓN BIBLIOGRAFICA ...... 4 2.1. Generalidades del cultivo ...... 4 2.1.1. Origen, evolución y dispersión geográfica de los géneros Xanthosoma y Colocasia ...... 4 2.1.2. Importancia y principales usos ...... 5 2.2. Sistemática y descripción ...... 7 2.2.1. Ubicación taxonómica (género Xanthosoma) ...... 7 2.2.2. Características botánicas del género Xanthosoma ...... 9 2.2.3. Ubicación taxonómica (género Colocasia) ...... 10 2.2.4. Características botánicas del género Colocasia ...... 11 2.3. Ecología y fisiología de la malanga (géneros Colocasia y Xanthosoma) ...... 12 2.4. Requerimientos agronómicos (géneros Xanthosoma y Colocasia) ...... 13 2.4.1. Preparación de suelo ...... 13 2.4.2. Plantación ...... 13 2.4.3. Labores de cultivo ...... 14 2.4.4. Riego ...... 14 2.4.5. Fertilización ...... 14 2.4.5.1. Materia orgánica ...... 14 2.4.5.2. Biofertilizantes ...... 14 2.5. Enfermedades de la malanga (ambos géneros) ...... 15 2.5.1. Enfermedades virales ...... 15 2.5.2. Enfermedades causadas por bacterias ...... 16 2.5.2.1. Necrosis marginal bacteriana por Xanthomonas campestris (Pammel) Dowson ...... 16 2.5.2.2. Mancha Bacteriana por Xanthomonas campestris pv. aracearum Berminal (Dye)...... 16 2.5.3. Enfermedades causadas por hongos ...... 17 2.5.3.1. Manchas foliares por Leptosphaerulina trifolii (Rostrup) Petrak...... 17 2.5.3.2. Manchas foliares por Corynespora cassiicola (Berk and M.A. Curtis) Wei. .... 17 2.5.3.3. Manchas foliares por Cladosporium colocasiae Sawada...... 17

2.5.3.4. Manchas concéntricas de la hoja por Colletotrichum gloeosporioides Penz. . 18 2.5.3.5. Complejo marchitamiento-pudrición de raíces...... 18 2.5.3.6. Pudrición del tubérculo causada por el agente Sclerotium rolfsii Sacc...... 18 2.5.3.7. Pudrición seca o mal seco del tubérculo...... 18 3. MATERIALES Y MÉTODOS ...... 22 3.1. Aislamiento de los hongos asociados a las pudriciones...... 22 3.1.1. Identificación y descripción de los hongos aislados...... 25 3.2. Pruebas de patogenicidad de los aislados obtenidos...... 25 3.2.1. Inoculaciones por especies de hongo ...... 26 3.2.2. Inoculaciones cruzadas ...... 26 3.3. Descripción de los síntomas provocados por los hongos asociados en rizomas de la malanga (Colocasia y Xanthosoma) ...... 27 4. RESULTADOS Y DISCUSIÓN ...... 28 4.1. Aislamiento de los hongos asociados a las pudriciones...... 28 4.1.1 Identificación y descripción de los hongos aislados...... 28 4.2. Pruebas de patogenicidad de los aislados obtenidos...... 40 4.2.1. Inoculaciones por especies de hongo ...... 40 4.2.2. Inoculaciones cruzadas ...... 44 4.3. Descripción de los síntomas provocados por los hongos asociados en rizomas de la malanga (géneros Colocasia y Xanthosoma) ...... 48 5. CONCLUSIONES ...... 53 6. RECOMENDACIONES ...... 54 7. REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS 8. ANEXOS

1. INTRODUCCIÓN Los principales desafíos para lograr un desarrollo agrícola sostenible en América Latina y el Caribe son responder al cambio climático, y mejorar las infraestructuras rurales, el acceso a aguas de calidad, el marco institucional y mecanismos de financiamiento para las actividades rurales. En la XXXI Conferencia Regional de la FAO, el Director General, hizo notar que entre 1990 y 2006, América Latina y el Caribe había logrado reducir el número de hambrientos desde los 53 millones a 45 millones de personas. Sin embargo, debido a la crisis económico-financiera de 2006-2008, el número de personas que sufren desnutrición ha vuelto a alcanzar el mismo nivel que se observaba a comienzos de los años noventa (Jacques, 2010). Dos Aráceas alcanzan importancia mundial como alimentos energéticos: el taro (Colocasia esculenta L. Schott), originaria de Oceanía y sureste de Asia, y la yautía, malanga o quequisque (Xanthosoma sagittifolium L. Schott), de los trópicos americanos. En ambas especies las partes utilizables son los tallos subterráneos tuberosos, que contienen, en el caso de esta última especie, entre un 15 y un 39 % de carbohidratos, 2-3 % de proteína y un 70-77 % de agua; ambas son en valor nutritivo comparables a las papas, y probablemente de mayor digestibilidad. Un uso secundario es el consumo de las hojas tiernas (FAO, 2010). El continente africano es el mayor productor de malanga en el mundo, seguido de Asia y en tercer lugar Oceanía. Los principales países productores son Nigeria (5,38 x 106 t), Ghana (1,66 x 106 t) y China (1,63 x 106 t). Los principales países importadores de malanga son Estados Unidos y Puerto Rico (FAO, 2009). En América se cultiva en Venezuela, en las Islas del Caribe y en América Central principalmente en Costa Rica, Honduras y Nicaragua. Actualmente el mercado del quequisque en Estados Unidos es abastecido por República Dominicana y Costa Rica (MAGFOR, 2005). Cuba en el 2010 contaba con 19 569 ha y la producción fue de 146 245 t (MINAG, 2010). En Cuba la malanga constituye un renglón de vital importancia para la alimentación de la población. Los rizomas poseen gran valor nutritivo y son muy recomendados para la alimentación de niños y dietas de enfermos y ancianos, ya que son ricos en carbohidratos y poseen gránulos pequeños de almidón que los hacen fácilmente digestibles, aunque su contenido de proteínas es bajo (López et al., 1995). Los cultivos se enfrentan a limitaciones de producción como plagas, enfermedades y baja fertilidad del suelo en cualquier parte del continente donde se cultivan. Las enfermedades

más importantes de la malanga mundialmente son el Virus del Mosaico (Dasheen mosaic virus (DMV), por sus siglas en inglés) (González et al., 2002) y el mal seco (Reyes et al., 2005). Recientemente se han registrado drásticas reducciones en la producción y exportación de malanga a nivel mundial debido a la incidencia del mal seco (Reyes et al., 2006). En Nicaragua, los daños totales ascienden a medio millón de dólares, la producción de quequisque en Nueva Guinea se ha convertido en una actividad antieconómica y antiecológica, debido al efecto dañino provocado en los plantíos por un complejo de hongos y bacterias patogénicas causantes de este síndrome, asociado al uso de material vegetativo contaminado (CEI, 2006; Rivers, 2007; Corea, 2007). En Puerto Rico no se han reportado plagas (insectos, ácaros, nemátodos) de importancia económica que afecten el rendimiento de la malanga. Sin embargo, por muchos años se han realizado investigaciones sobre los agentes causales del mal seco, factor que más ha propiciado la baja producción de cormelos frescos en este país. En el presente, las importaciones para cubrir el consumo local de yautía sobrepasan el 97% (Ortiz, 1997). El síndrome se caracteriza por pudrición de cormos y cormelos, hojas viejas marchitas y cloróticas. Se ha asociado a los hongos Pythium sp, Rhizoctonia solani Kuhn, Fusarium solani (Mart) Sacc y últimamente a Sclerotium rolfsii. Sacc. En Centro América (Costa Rica) y en Venezuela es producido por los hongos Rhizoctonia sp., Fusarium sp. y las bacterias Erwinia sp. y Pseudomonas sp., y es considerado un problema complejo en la reducción de los rendimientos (Mora y Blumm, 1991; Hernández y León, 1992; Morales, 2006). En Cuba en los últimos años ha ocurrido un incremento sustancial en las pudriciones de los cormos y cormelos en malanga, principalmente del género Xanthosoma, lo que ha llevado a cuantificar pérdidas que oscilan entre el 70 y 80% del producto cosechado (Espinosa, 2003). Estas afectaciones constituyen un factor negativo para la tradicional y segura forma de almacenar estos rizomas y se han observado a todo lo largo de la isla bajo diferentes regímenes agrotécnicos, tipos de suelo y condiciones climáticas. Actualmente se están presentando afectaciones en el rendimiento en varias zonas del país, que han motivado el desinterés de algunos agricultores en plantar este rizoma (Folgueras et al., 2009). Esta situación en el país precisa de la solución del Problema científico siguiente: En la actualidad, no existen estudios profundos en Cuba sobre la etiología y sintomatología de las pudriciones de los rizomas de malanga, que permitan trazar una correcta estrategia de combate para disminuir las pérdidas causadas por estos trastornos.

A partir de estas premisas, se formuló la Hipótesis de trabajo siguiente: La determinación de los agentes etiológicos de las pudriciones de los rizomas de la malanga y los síntomas que causan, aportarán elementos para el establecimiento de una estrategia de combate que permita disminuir las pérdidas ocasionadas por este trastorno en el cultivo. Para demostrar esta hipótesis se propone el Objetivo General siguiente: Determinar los agentes etiológicos asociados a los daños que se producen en los rizomas de la malanga y caracterizar los síntomas que se manifiestan. Para lograr este propósito se proponen los Objetivos Específicos siguientes: 1. Obtener una colección de microorganismos aislados de las lesiones presentes en los rizomas de malanga. 2. Identificar los organismos asociados a las pudriciones secas en diferentes regiones edafoclimáticas. 3. Evaluar la patogenicidad de los organismos asociados y caracterizar los síntomas provocados en los rizomas. 4. Evaluar el efecto antagónico o sinergista entre las especies mediante inoculaciones cruzadas con los hongos identificados como patógenos.

2. REVISIÓN BIBLIOGRAFICA 2.1. Generalidades del cultivo 2.1.1. Origen, evolución y dispersión geográfica de los géneros Xanthosoma y Colocasia. Las malangas fueron de los primeros cultivos domesticados por el hombre y en Cuba se conocen con este nombre las especies comestibles de la familia Araceae pertenecientes a los géneros Colocasia Schott y Xanthosoma Schott. Colocasia, también conocido como 'taro' o 'malanga isleña', es muy antiguo y expandido en el Viejo Mundo, originario del sureste de Asia entre la India e Indonesia e introducido en América por los colonizadores europeos. Xanthosoma ('malanga' o 'guagüí') es de origen americano, distribuido desde México hasta Brasil, y fue cultivado por los aborígenes de Las Antillas y del resto del continente antes de su descubrimiento (López et al., 1995). Durante el siglo XX, éste último se fue dispersando de Las Antillas hacia el sureste de Asia, las Islas del Pacífico y el occidente de África (León, 1987). Cuando los europeos arribaron a América la malanga o guagüí se conocía desde el sur de México hasta Bolivia, pero probablemente su cultivo era más intenso en Las Antillas. La domesticación pudo haber ocurrido en varios lugares, con diferentes materiales, y estuvo fundamentada en procesos de consumo al azar y cocinar los rizomas, con lo que se eliminaban las sustancias irritantes, cristales de oxalato de calcio y saponinas, que se hallan presentes en todas las partes de la planta (Giacometti y León, 1994; Mandal, 2006). La malanga se fue domesticando en la medida en que sus rizomas gozaban de mayor aceptación como alimentos. Desde América, se llevó a África Occidental, que ha sido la mayor región productora; en ella ha ido desplazando a la malanga del género Colocasia por su mayor rendimiento, y porque puede reemplazar a los ñames (Dioscorea spp. Lam) en la preparación de fufú, alimento muy popular en África Tropical (Giacometti y León, 1994), que consiste en macerar el rizoma hervido antes de consumir. Según Purseglove (1988) existen aproximadamente 40 especies nativas de Xanthosoma en la América Tropical, las cuales se distinguen fácilmente de los clones del género Colocasia por las hojas sagitadas del primero y peltadas en el segundo. Las diferentes especies se cultivan por sus rizomas u hojas comestibles y otras por su follaje ornamental que puede ser hasta jaspeado. El taro ó dasheen (C. esculenta), y las tannia, yautía o nueva cocoyam (X. sagittifolium), están logrando importancia mundial como fuente de energía (Giacometti y León, 1994). En

Colombia se cultiva de forma similar a Colocasia, sin embargo, la superioridad del género Xanthosoma en cuanto a rendimiento, sabor, adaptabilidad y resistencia a plagas y enfermedades, está reemplazándolo paulatinamente (León, 1968, Montaldo, 1977, López et al., 1995). En Cuba se utiliza el término “viandas” para agrupar a las raíces, tubérculos, plátanos y bananos y rizomas comestibles y dentro de ellos, a las plantas de los géneros Xanthosoma y Colocasia (Rodríguez, 1997), en los que durante años se ha producido una gran variabilidad que se atribuye a la acumulación de mutaciones somáticas (Rodríguez, 1973). La malanga ha sido cultivada tradicionalmente por los pequeños productores, quienes de forma natural realizaron una selección sobre la base de las condiciones edafoclimáticas de la región, extendiéndo fundamentalmente los clones del grupo morado en las regiones montañosas del país y los del grupo blanco en el llano, con el desarrollo de áreas muy limitadas, de clones del grupo amarillo en aquellos suelos muy ricos en materia orgánica dado por su exigencia a estas condiciones (García, 1990). 2.1.2. Importancia y principales usos De manera general, las raíces y tubérculos tropicales representan un alto potencial para la producción de carbohidratos y constituyen un recurso alimenticio complementario para las poblaciones cada vez mayores del mundo (Gómez, 1983). Los cormos, cormelos y tallos rizomatosos de varios clones de aráceas comestibles, constituyen un alimento muy nutritivo y de alta digestibilidad, su contenido de proteínas es bajo pero es mayor que el de los demás cultivos farináceos y son únicamente superados por la yuca en lo que respecta al contenido de minerales (López et al., 1995). Las hojas se comen como espinacas (León, 1987) y tienen un alto contenido proteico (García et al., 1998). Las aráceas comestibles además de su rusticidad, fácil cultivo, producción temprana y valor nutricional, su potencial como fuente abastecedora de alimento humano y animal, superan a otros tubérculos y raíces tropicales (Gómez 1983), y tienen un alto contenido de almidón para usos industriales (Piedrahita, 1979). Los clones del género Xanthosoma constituyen un cultivo importante en varias partes del mundo como en África y en América del Sur y, en términos de producción y necesidad de atención, continúan ganando en popularidad porque, aunque la variabilidad genética a nivel mundial es menor en este género, son también, menos susceptibles a plagas y enfermedades que los clones del género Colocasia. Xanthosoma es el tercero en

importancia entre los rizomas, raíces y tubérculos comestibles en África Central y Oriental y, una de los géneros más importantes empleaos como verdura (FAO, 2008). Con la excepción de la papa (Solanum tuberosum L.), el boniato (Ipomoea batatas (L.) Lam) y la yuca (Manihot esculenta Crantz), entre otros, las raíces, los rizomas y los tubérculos han sido relativamente poco considerados desde el punto de vista de la alimentación y la nutrición. Sin embargo, la malanga presenta ventajas por su rendimiento y su aporte de energía como carbohidratos, así como por su contenido de carotenos siendo únicamente superada por la yuca en lo que respecta al contenido de minerales (López et al., 1995). De sus rizomas se obtiene harina y almidón, que pueden ser utilizados en las industrias textil y de alcohol industrial. Las hojas de algunas especies de malanga o guagüí son fuentes importantes de proteínas y de vitaminas y se usan en la preparación de ensaladas (Offei et al., 2004). Los rizomas de la malanga constituyen un valioso producto de alimentación para los pueblos de muchos países en vías de desarrollo (en particular del Suroeste Africano); se consumen cocidos o fritos y son muy apreciados en la alimentación de niños y enfermos. El almidón de la malanga es de consistencia microgranular, hipoalérgico, de alta calidad y de buena asimilación. Contienen cantidades apreciables de vitamina C, la cual se ha estimado entre 7 y 9 mg.100 g-1 de material fresco, también pueden contribuir a los requerimientos de vitamina B, especialmente en lo que concierne a tiamina y ácido nicotínico (Montaldo, 1991). El mercado de la malanga del género Xanthosoma requiere de productos de alta calidad y buena presentación pero, como en el caso de otros cultivos olvidados, se han hecho pocos esfuerzos para industrializarlo y diversificarlo. En Puerto Rico, por ejemplo se han realizado pruebas con resultados satisfactorios para hacer “patatas a la inglesa”, elaboradas utilizando la deshidratación y la harina de malanga. Se puede predecir que con la aplicación de la tecnología es posible emplearla para elaborar una serie de productos similares a los obtenidos del taro (Giacometti y León, 1994). En Cuba, del género Colocasia se consumen indistintamente cormos y cormelos, en Xanthosoma son comestibles solamente los cormelos, con excepción de los clones de malanga amarilla en la que se prefiere el rizoma principal y para sembrar se utilizan los rizomas secundarios; ambos son de gusto especial y delicado (Roig, 1988; MINAG, 2008). La particularidad de que en la malanga amarilla, el rizoma principal es la parte comestible, la hace bastante afín a los clones del género Colocasia desde el punto de vista agronómico (Rodríguez, 1979).

Las características agrícolas de la malanga o guagüí han contribuido a su incremento en Cuba hasta adquirir importancia económica. En este sentido se destacan los aspectos siguientes: un alto potencial de rendimiento (60 t.ha-1); poder de conservación en condiciones naturales; y el tamaño extremadamente pequeño del grano de almidón (de 1 a 3 µm), lo que permite que sea recomendada como alimento por su alta digestibilidad (López et al., 1995). El área plantada de clones del género Xanthosoma representa un 70% del total dedicado a las aráceas en el país (Rodríguez, 2007). 2.2. Sistemática y descripción 2.2.1. Ubicación taxonómica (género Xanthosoma) Se han publicado diferentes criterios para la ubicación taxonómica del género Xanthosoma (Gola, 1969; Gómez, 1983; Hernández, 1996); sin embargo, el más actualizado es publicado por Judo et al. (1999). Dentro de las angiospermas y particularmente dentro de las plantas monocotiledóneas, este autor sitúa a la malanga en la siguiente posición: Reino: Plantae División: Magnoliophyta Clase: Liliopsida Orden: Alismatales Familia: Araceae Género: Xanthosoma Especie: Xanthosoma spp. Nombre común: yautía, malanga (Antillas), macal [México (Yucatán)], quiscamote (Honduras), tiquisque o quequexque (Costa Rica), yautía (República Dominicana y Guatemala), otóe (Panamá), ocumo (Venezuela), uncucha (Perú), gualuza (Bolivia), malangay (Colombia); taioba, mangareto, mangarito, mangarás (Brasil); chou Caribe (Antillas Francesas); cocoyam, new cocoyam; queiquexque (México), tannia, taniera (Antillas); malanga, guagüí (Cuba) Montaldo, 1991; Giacometti y León, 1994). En esta familia se conoce muy poco sobre la delimitación botánica de los géneros, según Gómez (1983), en tanto que las especies no están plenamente identificadas, sobre todo para el género Xanthosoma. Este autor señala que entre los géneros comestibles de aráceas se encuentran: Alocasia, Amorphophallus, Aserus, Caladium, Cyrtosperma, Colocasia, Monstera y Xanthosoma; sin embargo, sólo algunos clones de este último, sobresalen por su mayor rendimiento, valor nutritivo y aceptación.

Existe una gran diversidad de criterios en la nomenclatura específica en el género Xanthosoma, X. sagittifolium (L.) Schott es el nombre científico más utilizado para la malanga. Engler (citado por Mandal, 2006), incluyó a X. caracu Koch & Bouché y X. atrovirens Koch & Bouché en X. sagittifolium (L.) Schott. De acuerdo con Bunting, (citado por Mandal 2006), las descripciones de Engler parecen incluir a X. mafafa Schott en este complejo de especies y variedades. Por su parte, Cordero (1975) clasificó lo llamado como malanga o guagüí como taxones pertenecientes a cuatro especies: X. sagittifolium (L.) Schott, X. atrovirens Koch & Bouché, X. nigrum (Vell) Mansf. y X. caracu Koch & Bouché, para ello tiene en cuenta la forma y el tamaño de la lámina de la hoja, la forma y tamaño de los rizomas secundarios y el color de la masa. George (1975), considera que la malanga o guagüí perteneciente a X. sagittifolium (L.) Schott, es la arácea cultivada en todas partes de América Tropical por sus rizomas comestibles, pero dicho autor asegura que existe una gran variabilidad dentro del género y que las especies son muy difíciles de diferenciar, con lo que también coinciden (López et al., 1995). Teniendo en cuenta la diversidad de criterios para la clasificación y ubicación de los clones del género existente para estas posibles especies, León (1976) prefirió dejar la identificación de las accesiones a nivel genérico; sin embargo, García (1979) consideró adecuado clasificar la mayoría de las accesiones de la colección cubana de masa blanca y amarilla en X. sagittifolium (L.) Schott, en correspondencia con la apreciable variabilidad clonal dentro de esta especie encontrada en Las Antillas por Rodríguez (1979), y los de masa morada, rosada y violácea en X. nigrum (Vell) Mansf. También Cordero (1986), refiere que existe un consenso general de que la especie más cultivada es X. sagittifolium (L.) Schott, de masa blanca y que existen además otras especies económicamente importantes: X. atrovirens Koch & Bouché de masa amarilla, X. nigrum (Vell) Mansf. de masa rosada o morada y X. caracu Koch & Bouché de masa de color blanco crema. Purseglove (1988), diferencia además, X. brasiliense Engl. como una especie que se distingue por ser más pequeña en altura y con hojas hastadas, con lóbulos basales marcadamente cuadrados soportados en ángulos rectos hacia el nervio, los rizomas secundarios son muy reducidos y no se consumen; son cultivadas solamente para el consumo de sus hojas.

Roig (1988) indicó que en Cuba las especies cultivadas del género Xanthosoma son dos solamente: X. sagittifolium (L.) Schott y X. nigrum (Vell) Mansf y que la malanga o guagüí amarilla es sólo una variedad de la primera; pero García et al. (1998) asegura la presencia como cultivo comercial de clones de cuatro especies: X. sagittifolium (L.) Schott (masa blanca), X. nigrum (Vell) Mansf. (masa morada), X. caracu Koch & Bouché (masa crema) y X. atrovirens Koch & Bouché (masa amarilla) y con estos criterios reconsidera su clasificación anterior de los 38 clones que en 1979 formaban parte de la colección cubana. Dicha clasificación está sustentada fundamentalmente en el color de la masa de los rizomas principales y los rizomas secundarios. Sobre la base de esta observación, se hicieron recomendaciones para una nueva clasificación de dicho germoplasma (con 64 accesiones) en las cuatro especies mencionadas, cuyos resultados demostraron que, aunque el carácter color de la masa de los rizomas, también utilizado por Tambong et al. (1998) para agrupar el germoplasma de Camerún, es el que más diferencia las accesiones, no es representativo de la variabilidad en la totalidad de éstas. Esto sugiere que una clasificación basada en uno o muy pocos caracteres morfológicos no refleja un criterio sólido sobre la verdadera variabilidad genética dentro del género, considerada prominente en el germoplasma del género Xanthosoma en Cuba (Rodríguez et al., 1999). 2.2.2.Características botánicas del género Xanthosoma Es una planta herbácea, suculenta, que alcanza de 1 a 2 m de altura y es de ciclo anual (López et al., 1995). Está compuesta por un rizoma principal o tallo subterráneo, que crece verticalmente, y en su región basal tienen origen las raíces y rizomas secundarios, con un sistema radicular fibroso y superficial (Cordero, 1986). Las plantas de este género tienen como principal característica morfológica la forma sagitada de sus hojas, con punta de lanza y lóbulos basales amplios, separados por una hendidura profunda en la inserción del pecíolo con el limbo, así como una acentuada vena marginal (Coursey, 1968). Esta es la diferencia más importante con las especies del género Colocasia (Gómez, 1983). López et al. (1995), señala que las hojas se originan en la yema del extremo apical del rizoma principal, con un intervalo de 15 días como promedio entre la aparición de una hoja y otra, son glabras, simples, de forma acorazonada o en escudo. El limbo puede alcanzar entre 30 y 80cm de longitud y 20 y 45cm de ancho según el clon. Durante el período vegetativo se desarrollan de 5 a 7 hojas regularmente cuya formación depende también del cultivar, así como su coloración que puede ser de verde claro a oscuro. El pecíolo es envainador, con una longitud entre 0,3 y 1,8m de largo y con un canal profundo (vaina) cerca

de la base que llega aproximadamente hasta la mitad del pecíolo, es más ancho en la base que en la parte superior, más grueso en su centro y fino en los bordes. Presenta una arista cuyo ancho puede estar entre 0,3 y 1,0cm de ancho. Tanto el pecíolo como el limbo se desarrollan con mayor intensidad en el período de los tres a los seis meses. El rizoma deja de prolongarse después de cierto período del crecimiento y aumenta considerablemente su volumen debido al engrosamiento de la médula y a la acumulación de almidón y otras sustancias en su interior. En dependencia del cultivar se pueden producir hasta diez o más rizomas secundarios por rizoma principal, que son la parte más apetecible de la planta y superiores desde el punto de vista organoléptico; no obstante el rizoma principal es de igual valor alimenticio (Cordero, 1986). Las raíces, fibrosas y de color blanco, son delgadas cuando jóvenes, pero al alcanzar su total desarrollo se tornan amarillo oscuro y su diámetro varía de 3 a 7mm. Estas dimensiones pueden variar con el tipo de suelo, las aplicaciones de fertilizantes y la disponibilidad de agua, entre otros factores (López et al., 1995). El ciclo de crecimiento de la planta dura entre 9 y 11 meses; en los primeros seis meses se desarrollan los rizomas principales y las hojas y en los últimos cuatro, el follaje permanece estable y cuando comienza a secar, los rizomas secundarios están listos para ser cosechados (Giacometti y León, 1994), generalmente antes de que aparezcan las inflorescencias (León, 1987). 2.2.3. Ubicación taxonómica (género Colocasia) Según Gómez (1983) el género Colocasia tiene la siguiente ubicación taxonómica. Reino: Plantae División: Magnoliophyta Clase: Liliopsida Orden: Alismatales Familia: Araceae Género: Colocasia Especie: Colocasia esculenta (L.) Schott Nombre común: Malanga Coco o Malanga China, Taro, Malanga Isleña Es originaria de la parte sur central de Asia. La taxonomía de la malanga es confusa, pero en general se reconocen dos grupos principales: el tipo eddoe, en el cual el cormo de la planta es esférico y produce cormelos de forma ovoide que constituyen el principal producto de este cultivo; y el tipo dasheen, en el que el cormo es cilíndrico y de mayor tamaño y por lo general

no produce cormelos de valor comercial. El primer tipo es conocido como ñampi o chamol (Colocasia esculenta var. antiquorum) y el segundo como malanga (Colocasia esculenta var. esculenta). En América su cultivo se efectúa principalmente en las islas del caribe, Venezuela y Centro América (Montaldo, 1991). Los cultivares fundamentales de malanga se distinguen por la coloración de la pulpa de los cormos y los cormelos; de las láminas, venas y pecíolos, además de la acidez de los tubérculos y hojas. El número de cromosomas de esta especie varía de 2n=22, 26 ,28 y 48. La especie comestible (Colocasia esculenta (L.) (Schott.) presenta 28 cromosomas en los diploides y 42 en los triploides. Las variedades o clones más sobresalientes son: Púrpura y Common en el oeste de la India, Mumu en Fiji y Trinidad en Estados Unidos. En el oeste de África se han desarrollado gran número de clones o cultivares locales (FAO, 2010). 2.2.4. Características botánicas del género Colocasia Son plantas herbáceas, suculentas que alcanzan una altura de 1-3 metros, sin tallo aéreo. El tallo central es elipsoidal, conocido como cormo y rico en carbohidratos (18-30% en base fresca). Del cormo central se desarrollan cormelos laterales recubiertos con escamas fibrosas. El color de la pulpa por lo general es blanco, pero también se presentan clones coloreados hasta llegar al violáceo .Según el clon, la forma varía de cilíndrica hasta casi esférica y el tipo de ramificación desde simple a muy ramificada. Presenta marcas transversales que son las cicatrices de la hoja con frecuencia con fibras y está cubierta por una capa corchosa delgada y suelta (Rivers, 2007). León (1987) plantea que las hojas son por lo general de forma peltada. Se producen en el meristemo apical del cormo y aparecen arrolladas por la base formando un pseudotallo corto. Las hojas nuevas salen enrolladas de entre los peciolos de las ya formadas y las laterales más viejas se marchitan y secan. En los primeros seis meses el área foliar se incrementa rápidamente, para luego mantenerse estable mientras aumenta el peso de los órganos subterráneos. El pecíolo es cilíndrico en la base y acanalado en la parte superior, mostrando una coloración que varía según el clon. Es característica distintiva la presencia de líneas longitudinales amarillas o rosadas y de manchas o puntos rojizos a violáceos hacia la base. El pecíolo se inserta en la parte media del limbo de la hoja del cual se inserta directamente a los tres nervios principales; el ángulo que forma el pecíolo con la lámina es característica varietal. En algunos clones la inserción del pecíolo determina que la lámina tome una posición vertical y en otros inclinada. La proporción largo-ancho varía con el clon. De la

inserción del pecíolo parte el nervio central, que termina en el ápice de la hoja y dos nervios basales. El color varía de verde-claro a verde púrpura. 2.3. Ecología y fisiología de la malanga (géneros Colocasia y Xanthosoma)

La malanga es una planta netamente tropical. Para su desarrollo óptimo requiere las condiciones climáticas y de suelo siguientes: o Altitud: Se adapta desde el nivel del mar hasta 1500msnm. o Precipitación: Requiere de regímenes de lluvia altos (1800-2500mm) y bien distribuidas. Cuando existe insuficiente humedad en el suelo, las hojas se tornan amarillentas y se marchitan (Hilmig y Córdova, 2008). o Temperatura: Debe haber temperaturas promedio no inferiores a 20ºC, siendo la óptima entre 25-30ºC. Las temperaturas menores de 18ºC detienen el crecimiento e interrumpen la fotosíntesis (Montaldo, 1991). o Fotoperiodo: El mejor desarrollo se alcanza con períodos de 11-12 horas luz. La luz influye sobre algunos aspectos morfológicos como el número de hojas y cormos, así como la altura de la planta. o Tipo de suelo: En cuanto al tipo de suelo, las plantas se adaptan más a aquellos profundos, fértiles, con suficiente materia orgánica y bien drenados. Deben evitarse los suelos con alto contenido de arcilla o arena. El pH óptimo debe ser entre 5,5-6,5, aunque puede adaptarse a espectros de 4,5-7,5. También puede desarrollarse en terrenos húmedos en los márgenes de los ríos, lagunas, orilla de drenes y canales de riego donde no se desarrollan otros cultivos. El cultivo muestra problemas en suelos rocosos y pedregosos ya que deforma el cormo y se dificulta la cosecha. Los suelos muy pesados dificultan la emergencia de las plantas y el desarrollo de los rizomas (Cifuentes y Lorena, 2009).

El contenido de humedad de este producto es elevado, se distingue en todo el perfil de su composición química el considerable contenido de carbohidratos. La proteína presenta valores bajos (1,7 %) y como en varias raíces y tubérculos, se encuentra siempre cerca de la corteza, a eso se debe que la cáscara presente valores de proteína mayores que el tubérculo entero. Su aporte de minerales no es despreciable (UNA, 2005). La malanga es un producto rico en carbohidratos, siendo éstos su principal componente, tal como se muestra en la (Tabla 1).

Tabla 1. Composición química de 100 g de malanga de porción comestible* Composición Unidad Crudo Cocinado Humedad g 71,9 72,0 Proteína g 1,7 1,0 Grasa g 0,8 0,2 Carbohidratos g 23,8 25,7 Fibra g 0,6 0,4 Ceniza g 1,2 0,7 Calcio Mg 22,0 26,0 Fósforo Mg 72,0 32,0 Hierro Mg 0,9 0,6 Tiamina Mg 0,12 0,08 Riboflavina Mg 0,02 0,01 Niacina Mg 0,6 0,4 Ácido ascórbico Mg 6,0 - Energía Mcal/kg 3808 3892 *Fuente: Bendaña (2009) 2.4. Requerimientos agronómicos (géneros Xanthosoma y Colocasia) 2.4.1. Preparación de suelo La preparación debe facilitar la conformación de un cantero de 20 cm. de altura. Entre el inicio de la preparación del suelo y la plantación, deben mediar de 60 a 90 días, lo que permite una buena descomposición de los residuos de arvenses, cosechas precedentes y también reduce las poblaciones de nemátodos. Según el tipo de suelo y el cultivo anterior será el número de labores, ya que mientras más ligero sea el suelo, acercándose al ideal, menos labores deberán hacerse al mismo (MINAG, 2008). 2.4.2. Plantación Género Xanthosoma: Se realiza en el fondo del surco entre 20-25cm de profundidad, a distancias de camellón (entre hileras) de 0,90m y el narigón (entre plantas) se establece entre los 35 y 40cm. La fecha óptima es de marzo a junio. Género Colocasia: Se realiza sobre el cantero a profundidad entre 10-15cm. Los rizomas se colocarán en el fondo del cantero, deben plantarse por separado según el peso y el calibre. La distancia de plantación estará en función del calibre del material de plantación (Tabla 2). La fecha óptima es de enero-marzo.

Tabla 2. Distancia de plantación en función del calibre Calibre Distancia de narigón Calibre 1 (100 - 200 gramos) 0,40m Calibre 2 (50 - 100 gramos) 0,35m Calibre 3 (menores de 50 gramos) 0,30m

La distancia de camellón se mantiene a 0,90 metros independientemente del calibre.

En ambos géneros se tapará la semilla con 6-8cm de suelo y se realizará un riego antes de la plantación que garantice un nivel de humedad uniforme en toda el área. 2.4.3. Labores de cultivo Las labores de cultivo se realizarán cada siete días (hasta que lo permita la plantación) en función del control de malezas, estas labores deben ser ligeras. Además se realizarán limpias con guataca o azadón siempre con el cuidado de mantener el cantero. La mayoría de los clones del género Xanthosoma tienden a presentar un ahijamiento abundante a partir de los 5-6 meses de edad, por lo que es necesario realizar deshijes cuyo momento está en dependencia del desarrollo vegetativo de la plantación y del clon utilizado. Se realizarán dos aporques, uno a los 60-70 días de efectuada la plantación para tapar el fertilizante y otro a los 80-90 días para evitar lo más posible el ahijamiento. En Colocasia se realizará un aporque ligero después de la fertilización con el objetivo de incorporar el producto y mejorar la configuración del cantero. En general este género no requiere de aporques profundos. 2.4.4. Riego La malanga es un cultivo que requiere un suministro adecuado de agua durante todo su desarrollo y el déficit de agua influye negativamente sobre el crecimiento, desarrollo y los rendimientos. 2.4.5. Fertilización 2.4.5.1. Materia orgánica Aplicación localizada en el surco 15-18t ha-1. Pueden utilizarse diferentes fuentes de abonos orgánicos como la cachaza, gallinaza, humus de lombriz, compost, etc., según se disponga 2.4.5.2. Biofertilizantes Micorrizas: aplicar al suelo 25g planta-1 de inóculo comercial (ECOMIC®) en el momento de la plantación en contacto o debajo de la “semilla” o recubrir las mismas con una mezcla que

contenga 0,125kg de inóculo comercial en 600ml de agua (68kg ha-1), 24 horas antes de la plantación. Azotobacter: 20L ha-1 en la plantación y a los 60 días de la misma con una solución final de 400L ha-1. Fosforina: 20L ha-1 en la plantación con una solución final de 200L ha-1. Azotobacter y Fosforina deben aplicarse con humedad en el suelo y en horas de poca incidencia de los rayos solares. Fertilizante mineral se aplicará Fórmula Completa: 0,5-0,6t ha-1, antes de la plantación o a los 60-70 días en bandas a ambos lados del cantero y ésta debe tener una relación de nutrientes de 2:1:3 (N – P205 – K20). En malanga Colocasia debe aplicarse 0,2 t ha-1de un fertilizante nitrogenado entre los 90 – 100 días de la plantación. 2.5. Enfermedades de la malanga (ambos géneros) 2.5.1. Enfermedades virales La propagación vegetativa de la malanga facilita la dispersión de plagas y enfermedades que son diseminadas en las nuevas áreas de producción a través del material de plantación. Zettler y Hartman (2000) reportan en aráceas la presencia del virus del mosaico (Dasheen Mosaic Virus (DMV), siglas en inglés), que es transmitido por insectos de la familia Aphididae, específicamente por especies como Mysus persicae y Aphis craccivora (Pappu, 1994), cuyo principal efecto es retardar el crecimiento de la planta y reducir los rendimientos. En Costa Rica, Ramírez (2005) registra la incidencia del virus en al menos 80% de las plantaciones comerciales de quequisque (Xanthosoma spp). Según Monge y Arias (1984); Monge et al. (1987), (citado por Gómez, 2000) el DMV ocasiona el 14 y 17% de disminución en el rendimiento en plantaciones de quequisque y malanga, respectivamente. En Cuba se ha reportado hasta un 90% de distribución del DMV en todas las áreas de cultivo, siendo la principal enfermedad (Quintero, 1995; Hernández et al., 1999; González et al., 2002). Dottin (1997), (citado por Rivers, 2007) reporta en estudios realizados en campos de plantas saneadas, un aumento en el rendimiento de 10% en relación a las plantas infectadas. Por otra parte, en resultados obtenidos por Saborío et al. (1998) en Costa Rica, las plantas de quequisque libres de virus incrementaron dos veces los rendimientos y calidad de los rizomas en relación a las plantas reproducidas convencionalmente.

2.5.2. Enfermedades causadas por bacterias 2.5.2.1. Necrosis marginal bacteriana por Xanthomonas campestris (Pammel) Dowson Los síntomas comienzan con una necrosis marginal de la lámina que puede abarcar todo el margen o porciones de él. Esta franja necrótica es de color marrón y está separada de la parte sana de la hoja por un halo clorótico amarillo brillante. En el envés de la hoja necrosada se pueden observar exudados bacterianos de aspectos mucosos de color amarillo (Parris, 1980). Las bacterias penetran por los estomas que están distribuidos en los bordes de las hojas, en donde se acumula abundante humedad, allí se multiplican rápidamente, y pasan a la cavidad subestomática. Posteriormente llegan a los tejidos vasculares ocasionando una traqueobacteriosis, lo que trae como consecuencia la necrosis de las nervaduras. También invaden los espacios intercelulares necrosando tejido parenquimático (Plaza, 1994). En las hojas maduras la necrosis avanza desde los márgenes hacia el interior de la lámina a modo de proyecciones y termina secando toda la hoja. En algunos casos, la infección avanza por el pecíolo. Este se ve al comienzo clorótico y la necrosis va avanzando desde el extremo distal al proximal, necrosándolo completamente. En las hojas jóvenes la necrosis queda restringida al margen de la lámina foliar (Quynh, 1999). En Costa Rica se presenta en el tiquisque blanco y morado y se ha determinado una incidencia nunca inferior al 40% en ambas especies. Alcanza valores de hasta el 90 % para tiquisque morado, en diversas localidades de la región Atlántica (Laguna et al., 1984). 2.5.2.2. Mancha Bacteriana por Xanthomonas campestris pv. aracearum Berminal (Dye). Los síntomas se presentan en hojas jóvenes y maduras como pequeñas manchas cloróticas redondeadas de tamaño entre 4 y 10mm aproximadamente. Estas manchas son muy abundantes y se distribuyen generalmente en forma más densa desde los márgenes de las hojas hacia el centro. En el envés de las lesiones se pueden observar, exudados bacterianos abundantes de color amarillo brillante. En algunos casos, estos exudados se ven también por encima de las lesiones como gotas constituidas por bacterias que se multiplican activamente, productos de excreción de las mismas y restos celulares de los tejidos infectados. Son un vehículo de dispersión y de protección para estos microorganismos (Zarate, 1988). En infecciones severas, las manchas pueden colapsar y necrosarse, deformando y necrosando las hojas, que se caen finalmente. La determinación de caracteres morfológicos, culturales y patogénicos permitió la identificación de la bacteria como Xanthomonas

campestris pv. aracearum, esta se disemina fácilmente con la lluvia, vientos, insectos y contacto entre plantas (Dye, 1980). Bernica (1974) señala para la región del Caribe a una bacteriosis en tiquisque ocasionada por Xanthomonas dieffenbachiae (Mac Culluch et Pirone) Dowson, con síntomas similares a la mancha bacteriana. Con posterioridad esta bacteria fue designada definitivamente con Xanthomonas campestris pv. aracearum. 2.5.3. Enfermedades causadas por hongos 2.5.3.1. Manchas foliares por Leptosphaerulina trifolii (Rostrup) Petrak. Los síntomas se presentan en hojas jóvenes y maduras como pequeñas manchas necróticas cuyo tamaño varía desde 0,5 hasta 2-3cm de diámetro, aproximadamente. Su forma es variable, redondeada, subredondeada, lenticular o irregular, de color castaño claro, redondeadas de un margen rojizo y un halo clorótico. La zona clorótica se desprende con el tiempo. Las manchas pueden presentarse aisladas o agrupadas. En ataques severos se ha observado más de 100 manchas en una hoja, llegando a necrosarla completamente. Esta enfermedad se ha detectado en ambos géneros aunque en Colocasia se ve raramente (Jackson y Gollifer, 1975). 2.5.3.2. Manchas foliares por Corynespora cassiicola (Berk and M.A. Curtis) Wei. Los síntomas comienzan como pequeñas manchas necróticas rodeadas por un halo clorótico, que crecen hasta adquirir una forma típicamente ovalada de un tamaño variable entre 1,0cm a 2,5cm de diámetro. Las manchas son de color castaño rojizo, con bordes más oscuros. Se pueden observar hasta 30 ó 40 manchas por hoja. En el centro de las lesiones se ven fructificaciones representadas por conidióforos oscuros, no ramificados, en los que se notan las cicatrices que dejaron los conidios al liberarse. Esta enfermedad ha sido observada en Costa Rica (Ramírez, 1993). 2.5.3.3. Manchas foliares por Cladosporium colocasiae Sawada. En las hojas se forman abundantes manchas redondeadas de 1,0-2,5cm de diámetro aproximadamente, de color marrón. Por el envés, las manchas están más difundidas y más grandes que las del haz de las hojas. Las lesiones se presentan en hojas viejas y jóvenes. Sobre las manchas, si persiste alta humedad relativa durante varios días, se ven las fructificaciones del hongo formando un fieltro de color verde oscuro casi marrón. Los conidióforos son alargados, oscuros, ramificados en el ápice y producen conidios en cadenas (Onwueme, 1979).

2.5.3.4. Manchas concéntricas de la hoja por Colletotrichum gloeosporioides Penz. Los síntomas se manifiestan en las hojas de malanga como manchas subredondeadas y ovaladas de color rojizo, de diámetro variable entre 2.5 a 5 cm. Se forman pocas manchas por hoja, generalmente se disponen de forma aislada, en algunos casos se unen dos o tres de ellas. Se localizan en cualquier lugar de la lámina. Sobre las manchas se observan numerosas acérvulas setosas que se disponen en forma concéntrica muy característica. (Jackson y Gollifer, 1980). 2.5.3.5. Complejo marchitamiento-pudrición de raíces. Esta enfermedad es generada por un complejo de hongos del suelo como Rhizoctonia solani, Pythium spp. y Fusarium solani, los cuales pueden actuar individualmente o en complejo. Invaden los tejidos de las raíces ocasionando necrosis y pudrición. Al quedar la planta sin un sistema de absorción de nutrientes y agua, comienza a manifestar clorosis en las hojas que avanza hacia los pecíolos. Con el avance de la infección la planta puede morir o afectar su crecimiento; si sobrevivien a la enfermedad desarrollan escasos y pequeños rizomas (INTA, 2005). En Costa Rica este marchitamiento se ha observado en tiquisque blanco y morado en las áreas productoras del cultivo. En la región Atlántica se detectó una incidencia considerable con valores que oscilan entre 5 y 40%. El complejo marchitamiento-necrosis de raíces ha sido mencionado en Nigeria y en Camerún como la enfermedad más importante y es conocido por los agricultores con el nombre de “Enfermedad de Apolo” (Joffe, 1974; Nzietchueng, 1983; IITA, 2001). 2.5.3.6. Pudrición del rizoma causada por el agente Sclerotium rolfsii Sacc. Este hongo del suelo el cual puede ser llevado en los rizomas cosechados al sitio de almacenamiento produce una afectación que se presenta como lesión suave de aspecto acuoso, de color oscuro a marrón. En casos más severos se observan los esclerocios típicos de éste organismo, asociados al síntoma de la necrosis (Punja, 1985). 2.5.3.7. Pudrición seca o mal seco del rizoma. Se ha reportado como uno de los agentes causales a Fusarium oxysporum, hongo del suelo, que se multiplica en las semillas infectadas en los plantíos; se favorece por humedad relativa alta y temperaturas cercanas a los 250C. Las lesiones se presentan en forma seca, de color café oscuro y bordes bien definidos (Gollifer y Booth, 1973). A través de los años se han reportado varios factores como causantes directos del mal seco y se han considerado los virus, los desórdenes nutricionales, deficiencias de magnesio y

varias especies de Pythium en las que se destacan P. gracile Schenk y P. irregulare Buisman (Bull, 1960; Porter y Meriman, 1985). La incidencia del mal seco de la malanga ha sido reportada en América Central, África Occidental (Nzietchueng, 1984; Ofoegbu, 1993), Sri Lanka y en las Islas del Pacífico (Tojo et al., 2005). Pacumbaba et al. (1992) aislaron y identificaron morfológicamente el agente causal de las pudriciones como Pythium myriotylum, mientras Fusarium solani (Mart.) Sacc. y Rhizoctonia solani Kuhn, que han sido siempre asociados con la enfermedad, fueron considerados como patógenos oportunistas. Los recientes estudios taxonómicos moleculares sobre el género Pythium revelaron variabilidad interespecífica en muchas especies incluyendo Pythium irregulare (Harvey et al., 2000), Pythium insidiosum (Schurko et al., 2003), Pythium aphanidermatum (Garzón et al., 2005ª; Garzón et al., 2005b) y Pythium ultimum (Francis et al., 1994). Los métodos enzimáticos y serológicos son fácilmente superados por las herramientas moleculares para la detección de la variedad intraespecífica e identificación de Pythium spp. Las regiones seleccionadas y los genes utilizados en los estudios moleculares comprenden el espaciador intergénico (Klassen et al., 1996; Bedard et al., 2006), regiones intermicrosatélite-ADN (Vasseur et al., 2005), regiones minisatélite (Kageyama et al., 2003), ADN mitocondrial, espaciadores internos transcritos (Wang y White, 1997; Wang y Chang., 2003; Lévesque y Cock, 2004; Belbahri et al., 2006) o el genoma completo. Según Powell (2001), Pythium crece como micelio cerca de la superficie de las raíces (rizósfera) o como esporas en tejido del hospedero infectado. De igual forma, rizomas principales y secundarios también pueden ser infectados. Tambong et al. (1998) refiere que actualmente el mal seco es considerado como “la enfermedad más devastadora para la producción de quequisque, con reducción en la producción de varios países como: Camerún (90%), Costa Rica (5-40%), Isla Santa Lucía (80%) y Dominica (65%)” (Nzietchueng, 1983; Reyes, 2006). En Camerún, existen por lo menos tres variedades cultivables de Xanthosoma, la blanca altamente susceptible, la roja tolerante y la amarilla que es resistente debido a que la actividad de las peroxidasas son constitutivamente mayores (Boudjeko et al., 2005, Perneel, 2006). De acuerdo con Elango (1998), la enfermedad se desarrolla en suelos pesados, mal drenados, bajo condiciones de pH de 5,5-8, temperatura de suelo de 26°C, humedad relativa de 90%, precipitaciones de 400-700mm, deficiencias de potasio y usando semillas

infectadas. No se han encontrado medidas adecuadas de manejo y entre los métodos de control, la resistencia genética se considera la más deseada, sin embargo no se ha encontrado, por lo que otras formas de resistencia están siendo investigadas. En Puerto Rico por muchos años se ha realizado investigaciones sobre los agentes causales de la enfermedad conocida como el mal seco de la yautía. Se caracteriza por pudrición de las raíces y hojas viejas marchitas y cloróticas. Se ha asociado a los hongos Pythium sp, Rhizoctonia solani, Fusarium solani y últimamente a Sclerotium rolfsii como agentes causales. En Costa Rica se asocia la bacteria Erwinia chrysanthemi como uno de los organismos que afectan el cormo de la yautía (Plaza, 1994). Bajo las condiciones de Puerto Rico, se reafirma este concepto de complejo de patógenos en la afección del mal seco de la malanga. En cámaras de propagación se observaron plantas que presentaban clorosis foliar, escaso número de hojas y pudrición severa de la base de las hojas, a nivel del cormo, con abundante formación de esclerocios. En plantaciones comerciales se observaron plantas de yautía infectadas por Sclerotium rolfsii (Bejerano et al., 1998). La pudrición radical del tiquisque se conoce en Costa Rica con el nombre de “mal seco”, pero también se le denomina con otros nombres según el lugar. Entre ellos están: currutaca, quema de la hoja, pudrición radical, entre otros (Laguna et al., 1984; Páez, 1993); (citado por Bonilla y Hernández, 2004). La aparición del mal seco en la región Brunca (zona sur de Costa Rica), hasta el año 2000 no dejó pérdidas tan cuantiosas como en la cosecha 2001-2002 donde esta enfermedad atacó muchas plantaciones a lo largo y ancho de la región. En general esta enfermedad puede aparecer en cualquier parte del lote, sobre todo si la semilla proviene de una plantación en la que se dieron brotes de la enfermedad, o bien si la semilla no ha sido bien tratada, pero por lo general los sitios críticos son aquellos donde hay estancamiento de aguas. En plantaciones bajo riego uno de los puntos más vulnerables es la base de los aspersores que presentan fugas o goteos permanentes (Morales, 2006). El aumento en la incidencia de la enfermedad conocida como "mal seco" en Costa Rica ha ocasionado grandes pérdidas a los productores, obligando a muchos de ellos a abandonar campos de siembra dedicados a este cultivo. La etiología de la enfermedad es incierta y no existe control químico efectivo ni variedades resistentes. Entre los patógenos asociados se encuentran Fusarium sp., Pythium sp., Rhizoctonia sp. y bacterias (Hidalgo et al., 2007).

En la República Dominica esta enfermedad está presente en casi todas las áreas cultivadas de yautía citándose a Fusarium sp. como el principal organismo causal. Las investigaciones realizadas en las principales áreas de producción muestran que Pythium sp. está también asociado con el mal seco (Perneel, 2006). Según INTA (2005), para prevenir el daño ocasionado por estos patógenos pueden tomarse las precauciones siguientes: realizar una buena preparación del suelo, efectuar la plantación en suelos profundos con buen drenaje, dejar de plantar malanga durante tres años en áreas donde haya habido incidencia del mal seco, evitar las siembras en suelos muy arcillosos, utilizar semilla sana, que no provenga de campos donde se haya presentado la enfermedad, rotación de cultivos y desinfección de la semilla con fungicidas de contacto. En Cuba, la aparición en los últimos años de pudriciones secas del cormo y cormelos en la malanga, no han sido estudiadas a profundidad (Rodríguez, 2002). Espinosa (2003) determinó que los agentes causales de las pudriciones secas son: Fusarium oxysporum, Sclerotium rolfsii y Rhizoctonia solani, que provocan cinco tipos de síntomas en Xanthosoma y dos en Colocasia. Posteriorimente Folgueras et al. (2006), luego de evaluar los clones que forman parte del germoplasma cubano, ubicado en el Instituto de Investigaciones de Viandas Tropicales, obtuvo muestras de diez cultivares de la especie Xanthosoma violaceum Schoott y once de Xanthosoma sagittifolium (L.) Schoot, reportando otras especies de hongos fitopatógenos vinculados a ésta sintomatología, así como varios microorganismos asociados a las pudriciones de la malanga.

3. MATERIALES Y MÉTODOS La investigación se realizó entre los meses de enero de 2009 y noviembre de 2010, en el Laboratorio de Fitopatología del Instituto de Investigaciones de Viandas Tropicales (INIVIT), ubicado en los 22°35’ LN y 80° 18’ LO a 40msnm, municipio Santo Domingo, provincia Villa Clara, Cuba, localidad que posee un régimen histórico anual de lluvias de 1352mm con una humedad relativa del 80% y una temperatura media de 24,4° C. La identificación de las especies patógenas se llevó a cabo en el Laboratorio de Microbiología Agrícola de la Facultad de Ciencias Agropecuarias de la Universidad Central “Marta Abreu” de Las Villas. 3.1. Aislamiento de los hongos asociados a las pudriciones. Se tomaron muestras de diferentes provincias del país [Pinar del Río, Artemisa, Mayabeque (zona occidental), Cienfuegos, Villa Clara, Sancti Spíritus, Ciego de Ávila, Camagüey (zona central), Granma y Guantánamo (zona oriental)] (Tabla 3) a partir de plantas que presentaban síntomas de escaso desarrollo vegetativo, clorosis foliar y pudriciones en las raíces, así como de almacenes y pilones de malanga. Para la zona oriental solo se tomaron muestras del género Xanthosoma. Todo el material vegetal se trasladó al Laboratorio de Fitopatología del INIVIT para ser procesado. Los rizomas principales y secundarios afectados se lavaron con agua y detergente durante 5 minutos; seguidamente se sumergieron en una solución de Hipoclorito de Sodio (1%), enjuagándolos con agua corriente durante 5-10 minutos según Gams et al. (1998). Los rizomas se cortaron con la ayuda de un bisturí en fracciones de 5mm y se colocaron en placas de Petri de 9cm de diámetro que contenían Agar Papa Dextrosa (PDA) suplementado con 0,50mg de cloranfenicol. Se incubaron a 25oC durante cinco días en oscuridad constante. Se prepararon suspensiones de conidios de los organismos aislados y se extendieron 0,1ml de cada una de ellas sobre la superficie de una capa de agar de agua al 2% y se incubaron a 28oC durante 24 horas. Posteriormente, se marcaron los conidios germinados con el auxilio del microscopio clínico (Olympus Vanox), con 200 X de aumento. Los conidios germinados se colocaron en medio de cultivo PDA y de cada una de las colonias fungosas obtenidas, se transfirieron porciones de micelio a tubos de ensayo (15x150mm) que contenían igual medio. En el caso de Rhizoctonia solani se tomaron fragmentos de hifas y en Sclerotium rolfsii a partir de esclerocios con el propósito de confeccionar una micoteca con los cultivos puros de todos los representantes fúngicos encontrados, los que se conservaron a 4oC.

Tabla 3. Procedencia de las muestras de malanga (ambos géneros) analizadas Muestra Provincia Municipio Género Fecha Clon Tipo de Suelo 1 Pinar del Río Minas de Matahambre Colocasia Diciembre/2009 Camerún -14 Ferralítico Rojo Típico 2 Pinar del Río La Palma Xanthosoma Febrero/2009 México-8 Pardo Mullido sin carbonatos 3 Pinar del Río Viñales Xanthosoma Marzo/2009 México-8 Ferralítico Rojo Típico 4 Pinar del Río Pinar del Río Xanthosoma Febrero/2009 INIVIT MX 95-1 Ferralítico Amarillento Lixiviado Arénico 5 Pinar del Río Minas de Matahambre Xanthosoma Marzo/2009 México-8 Ferralítico Rojo Concrecionario 6 Pinar del Río San Juan y Martínez Xanthosoma Abril/2009 Morada Ferralítico Amarillento Lixiviado Arénico 7 Pinar del Río Pinar del Río Colocasia Diciembre/2009 Rosada Habana Ferralítico Amarillento Lixiviado Arénico 8 Pinar del Río Mantua Xanthosoma Enero/2009 Amarilla Ferralítico Rojo Típico 9 Artemisa Güira de Melena Xanthosoma Julio/2009 México-8 Ferralítico Rojo Típico 10 Artemisa Güira de Melena Xanthosoma Abril/2009 INIVIT MX 95-1 Ferralítico Rojo Típico 11 Artemisa Güira de Melena Colocasia Enero/2009 Camerun-14 Ferralítico Rojo Típico 12 Artemisa Alquízar Colocasia Agosto/2009 Camerún-14 Ferralítico Rojo Hidratado 13 Mayabeque Batabanó Xanthosoma Junio/2009 México-8 Ferralítico Rojo Típico 14 Mayabeque Güines Colocasia Diciembre/2009 Rosada Habana Ferralítico Rojo Típico 15 Mayabeque Güines Colocasia Diciembre/2009 Camerún-14 Ferralítico Rojo Típico 16 Mayabeque Quivicán Colocasia Enero/2009 Rosada Habana Ferralítico Rojo Compactado 17 Mayabeque Nueva Paz Xanthosoma Marzo/2009 México-8 Ferralítico Rojo Nodular ferruginoso 18 Mayabeque Nueva Paz Xanthosoma Abril/2009 INIVIT MX 95-1 Ferralítico Rojo Típico

19 Cienfuegos Cumanayagua Colocasia Agosto/2009 Camerún-14 Pardo mullido medianamente lavado 20 Villa Clara Santo Domingo Xanthosoma Noviembre/2009 INIVIT MX 95-1 Pardo mullido medianamente lavado 21 Villa Clara Santo Domingo Xanthosoma Diciembre/2009 INIVITMX- 2007 Pardo mullido medianamente lavado 22 Villa Clara Santo Domingo Colocasia Noviembre/2009 INIVIT MC-2001 Pardo mullido medianamente lavado 23 Villa Clara Caibarién Xanthosoma Noviembre/2009 INIVIT MX 95-1 Ferralítico Rojo Típico 24 Sancti Spíritus Cabaiguán Xanthosoma Marzo/2009 Macal Sport Pardo mullido medianamente lavado 25 Sancti Spíritus Cabaiguán Xanthosoma Abril/2009 INIVIT MX 95-1 Pardo mullido medianamente lavado 26 Sancti Spíritus Cabaiguán Colocasia Enero/2009 Camerún-14 Pardo mullido medianamente lavado 27 Ciego de Ávila Primero de Enero Xanthosoma Enero/2009 INIVIT MX 95-1 Pardo mullido medianamente lavado 28 Camagüey Vertientes Xanthosoma Febrero/2009 México-8 Pardo mullido medianamente lavado 29 Granma Bayamo Xanthosoma Junio/2009 México-8 Pardo mullido medianamente lavado 30 Granma Buey Arriba Xanthosoma Abril/2009 Morada Pardo mullido medianamente lavado 31 Guantánamo Yateras Xanthosoma Marzo/2009 “X” Blanca Pardo mullido medianamente lavado

Se realizaron preparaciones microscópicas empleando lactofenol blanco y azul para observar estructuras débilmente pigmentadas o hialinas En el borde del cubreobjetos, se colocó una cantidad pequeña de Bálsamo de Canadá hasta lograr su sellaje (Johnston y Booth 1983; Nag Raj, 1993; Gams et al., 1998). 3.1.1. Identificación y descripción de los hongos aislados. Se seleccionaron los caracteres morfológicos que resultaron de fácil observación que definen a los géneros y especies de manera objetiva, tales como: tamaño del conidio (largo y ancho), forma y número de septos de los conidios, tipo de micelio, pigmentación, presencia de clamidosporas, macro y microconidas. También se emplearon claves taxonómicas y manuales especializados para estos fines (Gerlach, 1982; Mayea y Padrón, 1983; Herrera, 1994 y Castañeda, 2001). 3.2. Pruebas de patogenicidad de los aislados obtenidos. Preparación del material a inocular. Se utilizaron rizomas principales y secundarios de plantas obtenidas por cultivo de tejidos y desarrolladas en el Laboratorio de Biotecnología del INIVIT. Para la producción de estas plántulas se utilizaron explantes de la porción apical de plantas desarrolladas bajo túneles que se desinfectaron con hipoclorito de sodio al 1% durante 10 minutos y se lavaron con agua bidestilada estéril. Luego de remover las capas externas bajo microscopio de disección, se transfirió el meristemo resultante al medio de crecimiento básico, al cual se añadió 8g de agar, a un pH ajustado de 5,8. Cuando las plántulas alcanzaron un desarrollo adecuado se pasaron a la fase de aclimatización y se transfirieron a bandejas de polieturano de 70 orificios, con un sustrato de suelo pardo mullido medianamente lavado (Hernández et al., 2005) y materia orgánica (cachaza) en una mezcla (1:1) vv. Las plántulas permanecieron en condiciones de adaptación por espacio de 8 semanas y luego se plantaron en canteros parcelados de 0,90 x 0,90m del mismo tipo de suelo, en el mes de abril en el caso del clon 'INIVIT MX 95-1' (género Xanthosoma) y en el mes de enero en el clon 'Camerun-14' (género Colocasia). En ambos casos se empleó una distancia de 0,35m entre plantas. El intervalo de riego osciló entre los 7 y 10 días (MINAG, 2008), se realizaron dos fertilizaciones: la primera con fórmula completa (0,8 t.ha-1) a los 60 días y la segunda con urea (0,2 t.ha-1) a los 90 días. Las labores de deshierbe fueron manuales mientras que la altura y el desarrollo vegetativo de las plantas lo permitieron. Una vez que estas alcanzaron los 11 meses de edad se tomaron muestras de rizomas principales y secundarios para realizar las inoculaciones.

Producción del inóculo.

Las cepas de los hongos aislados se trasfirieron a placas de Petri de 9cm de diámetro que contenían medio de cultivo PDA para su multiplicación y se incubaron a 28oC ± 2oC por un periodo de siete días.

3.2.1. Inoculaciones por especies de hongo

Se realizaron tres inoculaciones con 15 días de diferencias entre sí. En la primera se utilizaron las siguientes especies de hongos: Fusarium sulphureum Schlecht, Fusarium chlamydosporum Wollew and Reinking, Fusarium oxysporum Link, Sclerotium rolfsii Sacc, Rhizoctonia solani Kuhn, Phoma sp y Rhizopus nigicans Ehr. En el caso de la segunda y tercera inoculación se utilizaron además: Fusarium solani (Mart) Sacc, Diplodia sp, Aspergillus niger Tiegh y Penicillum chrysogenum Thom.

Los rizomas utilizados en ambos géneros fueron lavados. Posteriormente se sumergieron en alcohol al 40 % y luego se enjuagaron con agua corriente durante 10 minutos. Con un perforador de tapones de 5 mm de diámetro se obtuvieron discos de micelio de los diferentes hongos objeto de estudio. Se hizo una perforación en el extremo apical de los rizomas principales y secundarios y se introdujo cada disco a 1,0cm de profundidad cubriendo el mismo con el fragmento del tejido extraído. Se emplearon como controles, discos de medio sin la presencia del hongo. Se colocaron los materiales inoculados en bandejas metálicas, a temperatura de 27oC ± 2oC y oscuridad, durante 15 días. Los daños ocasionados por cada uno de los patógenos se evaluaron realizando un corte longitudinal de los rizomas donde se midió el largo y el ancho (en centímetros) de las lesiones a partir del punto de inoculación.

Procesamiento estadístico de los datos Los datos, correspondientes a tres réplicas por tratamiento, se procesaron con el empleo del paquete estadístico SPSS versión 13.0, mediante análisis de varianza de clasificación simple y la comparación múltiple de medias según la dócima de Dunnett´C, posteriores a la determinación de los supuestos de homogeneidad de varianza y normalidad (Portal Estadística, 2011). 3.2.2. Inoculaciones cruzadas Para evaluar el sinergismo o antagonismo entre las especies se realizaron inoculaciones cruzadas (Tabla 4), siguiendo el procedimiento descrito en el acápite 3.2.1

Tabla 4. Combinaciones empleadas en las inoculaciones cruzadas. Primera Combinación Segunda Combinación R. solani + Diplodia sp. S. rolfsii + Diplodia sp. R. solani + Phoma sp. S. rolfsii + Phoma sp. R. solani + F. sulphureum S. rolfsii + F. sulphureum R. solani + F. chlamydosporum S. rolfsii + F. chlamydosporum R. solani + F. oxysporum S. rolfsii + F. oxysporum R. solani + F. solani S. rolfsii + F. solani S. rolfsii + R. solani

3.3. Descripción de los síntomas provocados por los hongos asociados en rizomas de la malanga (géneros Colocasia y Xanthosoma) Una vez evaluados los resultados de las pruebas de patogenicidad se procedió a la descripción de los síntomas y signos provocados por cada especie fitopatógena en los géneros de malanga estudiados, teniendo en cuenta color, textura, tamaño y presencia de estructuras fungosas en las lesiones.

4. RESULTADOS Y DISCUSIÓN 4.1. Aislamiento de los hongos asociados a las pudriciones. Se obtuvieron un total 22 aislados que fueron cultivados en medios PDA para su posterior descripción e identificación taxonómica. 4.1.1. Identificación y descripción de los hongos aislados. En el género Xanthosoma se analizaron un total de 21 muestras de las cuales el 57% procedía de suelos Ferralíticos (Ferralítico Rojo Típico, Ferralítico Amarillento Lixiviado Arénico, Ferralítico Rojo Concresionario, Ferralítico Rojo Compactado y Ferralítico Rojo Nodular ferruginoso) y el 43% de suelos pardos. En las Tablas 5, 6 y 7 aparecen los resultados de la identificación de los hongos fitopatógenos y asociados a las pudriciones secas de la malanga Xanthosoma en diferentes regiones edafoclimáticas. Las 13 especies fúngicas identificadas pertenecen a las clases Deuteromycetes (77%), Coelomycetes (15%) y Zigomycetes (8%), distribuidas en las familias Tuberculareaceae, Sphaeropsidaceae, Moniliaceae y Mucoraceae. Es preciso señalar que las especies F. sulphureum, F. chlamydosporum y Phoma sp., no habían sido encontradas en el cultivo de la malanga constituyendo el primer reporte en Cuba. Estos resultados difieren de los informados por Folgueras et al. (2006) en X. violaceum y X. sagittifolium, pues estos autores identificaron como agentes causales del síndrome de la pudrición seca a F. oxysporum, Fusarium sp., R. nigricans, F. solani y S. rolfsii. Tanto en la región occidental como en la oriental los microorganismos más frecuentes fueron R. solani (45%) y F. solani con 36,3 % de aparición (en occidente) y 100 y 66% en el oriente, respectivamente, en relación al total de muestras evaluadas. En la región central F. solani (85,0%), S. rolfsii y R. solani con 71,4% y F. sulphureum (42,8%), fueron las especies más abundantes del total de muestras analizadas.

Tabla 5. Hongos asociados a las pudriciones en el género Xanthosoma en la región occidental

Provincia Municipio Clase Orden Familia Género Especie

Pinar del La Palma Deuteromycetes Agonomycetales Rhizoctonia solani Kuhn. Río Deuteromycetes Moniliales Tuberculareaceae Fusarium chlamydosporum W and Reink. Pinar del Viñales Deuteromycetes Moniliales Tuberculareaceae Fusarium chlamydosporum W and Reink. Río Deuteromycetes Agonomycetales Rhizoctonia solani Kuhn.

Pinar del Pinar del Río Deuteromycetes Moniliales Tuberculareaceae Fusarium solani (Mart) Sacc. Río Deuteromycetes Moniliales Moniliaceae Gliocladium virens Corda.

Deuteromycetes Moniliales Moniliaceae Penicillum chrysogenum Thom.

Coelomycetes Sphaeropsidales Sphaeropsidaceae Phoma sp.

Pinar del Minas de Deuteromycetes Moniliales MoniliaceaeTuberculareaceae AspergillusFusarium nigersulphureum Tiegh. Schlecht. Río Matahambre Deuteromycetes Agonomycetales Rhizoctonia solani Kuhn.

Deuteromycetes Moniliales Moniliaceae Aspergillus niger Tiegh.

Deuteromycetes Moniliales Moniliaceae Gliocladium virens Corda.

Zygomycetes Mucorales Mucoraceae Rhizopus nigricans Ehr.

Pinar del San Juan y Deuteromycetes Moniliales Tuberculareaceae Fusarium solani (Mart) Sacc. Río Martínez Deuteromycetes Moniliales Moniliaceae Gliocladium virens Corda.

Deuteromycetes Moniliales Moniliaceae Aspergillus niger Tiegh.

Pinar del Mantua Zygomycetes Mucorales Mucoraceae Rhizopus nigricans Ehr. Río Deuteromycetes Moniliales Moniliaceae Penicillum chrysogenum Thom.

Artemisa Güira de Melena Coelomycetes Sphaeropsidales Sphaeropsidaceae Phoma sp.

Coelomycetes Sphaeropsidales Sphaeropsidaceae Diplodia sp.

Deuteromycetes Moniliales Tuberculareaceae Fusarium solani (Mart) Sacc.

Artemisa Alquízar Deuteromycetes Moniliales Tuberculareaceae Fusarium solani (Mart) Sacc.

Deuteromycetes Agonomycetales Rhizoctonia solani Kuhn

Deuteromycetes Moniliales Moniliaceae Aspergillus niger Tiegh.

Mayabeque Batabanó Deuteromycetes Moniliales Tuberculareaceae Fusarium sulphureum Schlecht.

Deuteromycetes Moniliales Moniliaceae Gliocladium virens Corda.

Deuteromycetes Moniliales Moniliaceae Penicillum chrysogenum Thom

Coelomycetes Sphaeropsidales Sphaeropsidaceae Diplodia sp.

Mayabeque Nueva Paz Deuteromycetes AgonomycetalesMoniliales Tuberculareaceae RhizoctoniaFusarium solanioxysporum Kuhn. Link. Deuteromycetes Moniliales Tuberculareaceae Fusarium chlamydosporum W and Reink.

Duteromycetes Moniliales Tuberculareaceae Fusarium sulphureum Schlecht.

Mayabeque Nueva Paz Deuteromycetes Moniliales Moniliaceae Aspergillus niger Tiegh.

Tabla 6. Hongos asociados a las pudriciones en el género Xanthosoma en la región central

Provincia Municipio Clase Orden Familia Género Especie

Villa Clara Santo Domingo Deuteromycetes Moniliales Tuberculareaceae Fusarium solani (Mart) Sacc.

Deuteromycetes Agonomycetales Sclerotium rolfsii Sacc.

Deuteromycetes Moniliales Moniliaceae Penicillum chrysogenum Thom.

Deuteromycetes Moniliales Moniliaceae Trichoderma sp.

Deuteromycetes Agonomycetales Rhizoctonia solani. Kuhn.

Villa Clara Santo Domingo Deuteromycetes Moniliales Tuberculareaceae Fusarium solani (Mart) Sacc.

Deuteromycetes Moniliales Tuberculareaceae Fusarium chlamydosporum W and Reink.

Deuteromycetes Moniliales Moniliaceae Aspergillus niger Tiegh.

Villa Clara Caibarién Deuteromycetes Agonomycetales Rhizoctonia solani. Kuhn. Deuteromycetes Agonomycetales Sclerotium rolfsii Sacc.

Deuteromycetes Agonomycetales Seclerotium rolfsii Sacc.

Sancti Cabaiguán Deuteromycetes Moniliales Tuberculareaceae Fusarium solani (Mart) SaccSacc. Spíritus Deuteromycetes Moniliales Tuberculareaceae Fusarium sulphureum Schlecht.

Deuteromycetes Moniliales Moniliaceae Gliocladium virens Corda.

Deuteromycetes Agonomycetales Sclerotium rolfsii Sacc.

Deuteromycetes Moniliales Moniliaceae Penicillum chrysogenum Thom.

Sancti Cabaiguán Deuteromycetes Agonomycetales Rhizoctonia solani Kuhn. Spíritus Deuteromycetes Moniliales Tuberculareaceae Fusarium sulphureum Schlecht.

Ciego de Primero de Deuteromycetes Moniliales Tuberculareaceae Fusarium solani (Mart) Sacc. Ávila Enero Deuteromycetes Agonomycetales Rhizoctonia solani Kuhn.

Camagüey Vertientes Deuteromycetes Agonomycetales Sclerotium rolfsii Sacc.

Deuteromycetes Moniliales Tuberculareaceae Fusarium oxysporum Link.

Coelomycetes Sphaeropsidales Sphaeropsidaceae Phoma sp.

Deuteromycetes Moniliales Tuberculareaceae Fusarium sulphureum Schlecht

Deuteromycetes Agonomycetales Rhizoctonia solani Kuhn.

Zygomycetes Mucorales Mucoraceae Rhizopus nigricans Ehr.

Tabla 7. Hongos asociados a las pudriciones en el género Xanthosoma en la región oriental

Provincia Municipio Clase Orden Familia Género Especie

Granma Bayamo Deuteromycetes Moniliales Tuberculareaceae Fusarium oxysporum Link.

Deuteromycetes Moniliales Tuberculareaceae Fusarium chlamydosporum W and Reink.

Coelomycetes Sphaeropsidales Sphaeropsidaceae Phoma sp.

Deuteromycetes Agonomycetales Rhizoctonia solani Kuhn.

Granma Buey Deuteromycetes Moniliales Tuberculareaceae Fusarium solani (Mart) Sacc. Arriba Deuteromycetes Agonomycetales Rhizoctonia solani Kuhn.

Deuteromycetes Agonomycetales Sclerotium rolfsii Sacc.

Coelomycetes Sphaeropsidales Sphaeropsidaceae Diplodia sp.

Guantánamo Yateras Deuteromycetes Moniliales Tuberculareaceae Fusarium solani (Mart) Sacc.

Deuteromycetes Moniliales Tuberculareaceae Fusarium sulphureum Schlecht.

Deuteromycetes Agonomycetales Rhizoctonia solani Kuhn.

En el género Colocasia se analizaron un total de 10 muestras de las cuales el 70,0% provenía de suelos Ferralíticos (Ferralítico Rojo Típico, Ferralítico Amarillento Lixiviado Arénico, Ferralítico Rojo Concresionario, Ferralítico Rojo Compactado y Ferralítico Rojo Nodular ferruginoso) y el 30,0% de suelos pardos. Se encontraron 11 especies fúngicas pertenecientes a las clases Deuteromycetes (91%) y Coelomycetes (9%), familias Tuberculareaceae, Moniliaceae y Sphaeropsidaceae. En ambos géneros de malanga se observó una mayor representatividad de las especies fúngicas en las muestras procedentes de suelos pardos. Esto corrobora lo planteado por Nerey (2010) al comparar varios tipos de suelos respecto a la pudrición radical del fríjol común, quien encontró que independientemente de la especie patógena, las mayores afectaciones ocurren en los suelos pardos (suelos conductivos) y las menores en los vertisuelos (suelos represivos).

En las Tablas 8 y 9 aparecen los resultados de la identificación de los hongos fitopatógenos y asociados a las pudriciones secas de la malanga Colocasia en diferentes regiones edafoclimáticas. En la región occidental los hongos más frecuentes resultaron R. solani (85,7%) y F. solani (71,4%), mientras que en le zona central R. solani y S. rolfsii, fueron los más frecuentes con 66,66% de aparición, cada uno, respecto al total de muestras evaluadas.

Las especies R. nigricans y Diplodia sp. aparecieron únicamente en las muestras evaluadas del género Xanthosoma. Se conoce que R. nigricans causa la enfermedad pudrición blanda en el boniato (Ipomoea batatas (L.) Lam) y que junto a Fusarium spp. está dentro de los microorganismos que requieren heridas para provocar infección, por lo que los daños durante la cosecha predisponen el tejido vegetal (Clark y Moyer, 1991).

Tabla 8. Hongos asociados a las pudriciones en el género Colocasia en la región occidental

Provincia Municipio Clase Orden Familia Género Especie

Pinar del Río Minas de Deuteromycetes Moniliales Tuberculareaceae Fusarium sulphureum Schlecht. Matahambre Deuteromycetes Moniliales Moniliaceae Aspergillus niger Tiegh. Deuteromycetes Agonomycetales Rhizoctonia solani Kuhn. Deuteromycetes Moniliales Moniliaceae Penicillum chrysogenum Thom.

Pinar del Río Pinar del Río Deuteromycetes Moniliales Moniliaceae Aspergillus niger Tiegh. Deuteromycetes Moniliales Tuberculareaceae Fusarium solani (Mart) Sacc. Deuteromycetes Agonomycetales Rhizoctonia solani Kuhn.

Artemisa Alquizar Deuteromycetes Moniliales Tuberculareaceae Fusarium solani Sacc. Deuteromycetes Moniliales Moniliaceae Aspergillus niger Tiegh.

Artemisa Güira de Melena Deuteromycetes Agonomycetales Rhizoctonia solani Kuhn. Coelomycetes Sphaeropsidales Sphaeropsidaceae Phoma sp. Deuteromycetes Moniliales Tuberculareaceae Fusarium solani Sacc.

Mayabeque Güines Deuteromycetes Moniliales Tuberculareaceae Fusarium sulphureum Schlecht. Deuteromycetes Agonomycetales Rhizoctonia solani Kuhn. Mayabeque Güines Deuteromycetes Moniliales Tuberculareaceae Fusarium solani (Mart) Sacc. Deuteromycetes Agonomycetales Rhizoctonia solani Kuhn. Deuteromycetes Moniliales Moniliaceae Aspergillus niger Tiegh. Mayabeque Quivicán Deuteromycetes Moniliales Tuberculareaceae Fusarium solani (Mart) Sacc. Deuteromycetes Agonomycetales Rhizoctonia solani Kuhn. Deuteromycetes Moniliales Monilia ceae Aspergillus niger Tiegh.

Tabla 9. Hongos asociados a las pudriciones en el género Colocasia en la región central

Provincia Municipio Clase Orden Familia Género Especie

Cienfuegos Cumanayagua Deuteromycetes Moniliales Tuberculareaceae Fusarium oxysporum Schlecht.

Deuteromycetes Moniliales Tuberculareaceae Fusarium chlamydosporum W and Reink.

Deuteromycetes Moniliales Moniliaceae Aspergillus niger Tiegh.

Deuteromycetes Moniliales Moniliaceae Gliocladium virens Corda.

Villa Clara Santo Domingo Deuteromycetes Moniliales Tuberculareaceae Fusarium solani (Mart) Sacc.

Deuteromycetes Agonomycetales Sclerotium rolfsii Sacc.

Deuteromycetes Agonomycetales Rhizoctonia solani Kuhn.

Deuteromycetes Moniliales Moniliaceae Trichoderma sp.

Santi Spíritus Cabaiguán Deuteromycetes Moniliales Tuberculareaceae Fusarium sulphureum Schlecht.

Deuteromycetes Agonomycetales Rhizoctonia solani Kuhn.

Deuteromycetes Agonomycetales Sclerotium rolfsii Sacc.

A continuación se describen los caracteres principales de los hongos asociados a las pudriciones secas en la malanga. A partir de los cuales se confeccionó una micoteca (Anexo 1). Fusarium oxysporum Schlecht. (Figura 1): Micelio aéreo, abundante, afelpado, en algunos aislados belloso, blanquecino y a menudo con tintes violáceos o purpureos. Pigmentos variables, predominando salmón, púrpura oscuro, vinaceo, violeta azulado o verde azulado. Microconidios de 1-2 células cilíndricas o elipsoidales, rectos, ligeramente curvados o reniformes. Macroconidios falcados moderadamente curvados, células apicales Figura 1. F. oxysporum en forma de gancho predominando de tres septas, algunas de 3-4 septos, raramente de 8-7. Clamidosporas muy abundantes, terminales o intercalares, paredes lisas globosas a subglobosas, sencillas, en pares o cadenas cortas. Especie económicamente más importante dentro del género por la amplia distribución mundial que tiene y por abundar en diversos tipos de suelos. Agente causal de marchitez vascular, damping off y pudriciones en más de 100 especies de plantas (Percich y Lockwood, 1985).

Fusarium sulphureum Schlecht. (Figura 2): Micelio aéreo al principio abundante, de forma polvorienta o mucilaginosa. Pigmentos blanquecinos crema y al final ligeramente amarillento nunca rojo, carmín, violeta ni púrpura. No produce microconidios. Macroconidios de 3-6 septas. Clamidosporas globosas, subglobosas, sencillas, en pares o en cadenas (Gerlach, 1982). Figura 2. F. sulphureum

Fusarium solani (Mart) Sacc. (Figura 3): Micelio aéreo escaso localmente, floculado, afelpado, de color cremoso a verde grisáceo, ámbar o amarillo pálido. Pigmentos variables predominado el crema, a menudo con tintes amarillos o azulados. Microconidios de 1-2 células ovales elipsoidales a subcilíndricas. Macroconidios de paredes delgadas cilíndricos o ligeramente curvados predominando de 3 septas, menos frecuentes de 4-5 septas Figura 3. F. solani y excepcionalmente de 7. Clamidosporas más o menos abundantes, terminales o intercalares de paredes lisas o rugosas, sencillas, en pares o en cadena (Nelson, 1991).

Fusarium chlamydosporum Wollew and Reinking. (Figura 4): Micelio aéreo escaso a densamente flocoso, afelpado, a veces polvoriento, blanquecino, de coloración entre blanquesino a rosa pálido. Pigmentación rosa, carmín a rojo pálido. Microconidios ovoides o fusoides mayormente de una célula, algunos de 1-3 Figura 4. F. chlamydosporum septas. Macroconidios falcados más anchos en el tercio apical con algunas células apicales en forma de gancho, mayormente de 3 septas. Clamidosporas globosas de paredes lisas o averrugadas, terminales y intercalares, sencillas o en cadenas. (Gerlach, 1982) Rhizoctonia solani Kühn. (Figura 5): Los esclerocios no tienen forma definida, frecuentemente están agrupados, son de consistencia córnea o carnosa, con los bordes más delgados, indiferenciados, con frecuencia embebidos en el micelio y ligados Figura 5. R. solani por medio de filamentos miceliales. Presenta cuerpos de frutos asexuales y carencia de esporas; esclerotias pardas o negras, variables en su forma, frecuentemente pequeñas, conectadas por hilos de micelio, pardo con células alargadas septas de grupo, de ramificaciones fuera de la hifa principal. (Bolkan y Ribeiro, 1985). Sclerotium rolfsii Sacc. (Figura 6): Sus principales características son el micelio con esclerocios que pueden tener forma globosa, alargada, hinchada o aplanada, frecuentemente con franjas confluentes. La mayoría de los esclerocios son de color oscuro, comúnmente negros y además, son duros, en particular al secarse. Figura 6. S. rolfsii. Presenta cuerpos de fruto asexual y carencia de esporas; esclerocios de color pardo a negro globulares o irregulares compactos. El micelio usualmente es ligero, globular o irregular, densamente lanoso, no foliculoso y produce abundantes esclorocios, globosos de color rosáceo, café. (Mayea y Padrón, 1983; Herrera y Mayea, 1994 y Castañeda, 2001). Rhizopus nigricans Ehr. (Figura 7): Hongo filamentoso que presenta esporangióforos sin ramificar (de hasta 2x20μm), de color pardo oscuro que nace de un nudo de rizoides bien desarrollados. Esporangios esféricos negros con columela. Esporangiosporas negras de 8 a 15μm. Abundantes rizoides y zigosporas esféricas de pared gruesa, desnuda, clamidosporas ausentes. Colonias de Figura 7. R. nigricans

crecimiento rápido de aspecto consistente con denso micelio aéreo, algodonoso, al principio blanco, después gris oscuras. Se reconoce fácilmente por sus espolones hialinos o parduzcos, sus rizoides numerosos y pardos (Srivastava y Walker, 1989). Aspergillus niger Tiegh. (Figura 8): Es un hongo común, versátil, con un aspecto filiforme y una textura suave. El micelio es lanoso de color blanco – amarillento al principio pero pronto se vuelve de color negro en la parte superior, mientras que la parte de abajo sigue siendo de color amarillo pálido. Presenta conidióforos largos y lisos ensanchados en el ápice. Conidios globosos de color marrón, normalmente muy rugosos con crestas Figura 8. A. niger irregulares y protuberancias. Cabezas conidiales biseriadas y radiales. Vesícula casi esférica; métulas ocupando toda la superficie de la vesícula (Schuster et al., 2002). Phoma sp. (Figura 9): Sus picnidios siempre son negros ostiolados, nunca carnosos sino duros o membranosos y de forma globosa, claviforme o lenticular y de pared gruesa. Los conidióforos son cortos, pueden estar casi ausentes y los conidios pequeños de una célula, hialinos, ovoides o elongados (Janke y Einicke, 1998; CABI, 2000). Figura 9. Phoma sp Diplodia sp. (Figura 10): Picnidos negros, simples, globosos, erupentes ostiolados, codidioforos finos, conidias simples, oscuras de dos celdas, elipsoidales o ovoides. El micelio está constituido por gruesos filamentos castaños muy tabicados y nudosos, los cuales penetran en los tejidos de las plantas (Mayea y Padrón, 1983). Figura 10. Diplodia sp Penicillum chrysogenum Thom. (Figura 11): Hongo filamentoso que presenta conidióforos tabicados de pared lisa, ramificado al final, fiálides en forma de botella (de 7-12 μm), donde nacen conidios lisos, elipsoidales (de 2,5-4 μm) azules o verde-azulados en cadenas, sin ramificar, con un penacho o pincel característico. Colonias de crecimiento rápido, vellosa, Figura 11. P. chrysogenum aterciopeladas, verdosas con una corona radial ancha y blanca (Samson y Frisvad, 2004).

4.2. Pruebas de patogenicidad de los aislados obtenidos. 4.2.1. Inoculaciones por especies de hongo

Género Xanthosoma Primera Inoculación Los resultados de las pruebas de patogenicidad realizadas sobre rizomas principales y secundarios de malanga (género Xanthosoma) mostraron que la especie que causó mayores lesiones fue F. sulphureum sin diferencias estadísticas con S. rolfssii que alcanzó valores que no difieren de los mostrados por F. chlamydosporum. No produjeron afectaciones en el tejido el hongo R nigricans ni el control, sin diferencias estadísticas entre ellos (Figura 12). Barrios et al. (2001) reportan la patogenicidad de F. chlamydosporum en semillas de tomate (Solanum lycopersicum (Mill) L y en raíces de tabaco (Nicotiana tabacum L). Oxley y Burnett (2009) durante el almacenamiento de la papa (Solanum tuberosum L.), encontraron una alta incidencia de F. sulphureum. Los resultados obtenidos en esta investigación corroboran los alcanzados por Espinosa (2003) quien identificó a S. rolfsii como uno de los agentes causales de las pudriciones secas en el cultivo de la malanga. Segunda Inoculación En la Figura 13, se aprecia que los mayores niveles de infección fueron producidos por S. rolfsii, sin diferencias estadísticas con F.sulphureum. Las especies de A. niger y P. chrysogenum, prácticamente no ocasionaron daños, con valores que no difieren estadísticamente con los mostrados por el control. Bejerano (1998) demostró que en plantas de malanga inoculadas con estos patógenos, se producen síntomas similares y se afectó además, el número de brotes, el diámetro de las raíces, la altura de la planta y el peso seco de los rizomas. Tercera Inoculación En la Figura 14 se puede apreciar que la especie que ocasionó los mayores daños en los rizomas inoculados fue S. rolfsii, con diferencias estadísticas significativas con las demás especies en estudio. Las especies R. nigricans, A. niger y P. chrysogenum no mostraron diferencias estadísticas respecto al control. En Nigeria, Igbokwe et al. (1984) reportan una alta incidencia de S.rolfsii en malanga, aunque este hongo no se asoció a pudriciones severas del cultivo en el campo y sólo se consideró importante a nivel de la post-cosecha. En Cuba, Mayea (1978) determinó como agentes causantes de la pudrición seca en papa las especies F. solani, F. sulphureum y F. oxysporum, mostrando mayor patogenicidad estas dos últimas.

*Medias con letras desiguales difieren según la dócima de Dunnett´C para p < 0,05 Figura 12. Resultados de la primera inoculación en Xanthosoma (Clon 'INIVIT MX 95-1').

*Medias con letras desiguales difieren según la dócima de Dunnett´C para p < 0,05

Figura 13. Resultados de la segunda inoculación en Xanthosoma (Clon 'INIVIT MX 95-1').

*Medias con letras desiguales difieren según la dócima de Dunnett´C para p < 0,05 Figura 14. Resultados de la tercera inoculación en Xanthosoma (Clon 'INIVIT MX 95-1').

Género Colocasia Primera Inoculación Los resultados obtenidos expresan que la especie fitopatógena que más afectación produjo fue Phoma sp. la cual presentó diferencias estadísticas significativa con el resto de las especies. Los hongos S. rolfsii y F. sulphureum alcanzaron valores similares sin presentar diferencia desde el punto de vista estadístico entre sí. Las demás especies objeto de estudio, no ocasionaron daños en los tubérculos inoculados, con valores que no difieren del control (Figura 15). Mayea et al. (1983) comprobaron la existencia de Phoma exigua Desm. var exigua ocasionando pudrición seca en papa. Este patógeno se ha encontrado afectando hojas, tallos y tubérculos del boniato y puede llegar a destruir grandes volúmenes de tubérculos después de un mes de almacenamiento (Ames, 1997). Segunda Inoculación En la segunda inoculación en el género Colocasia (Figura 16) se aprecia que las especies de Diplodia sp. y F. solani causaron las mayores lesiones con diferencias estadísticas entre ellas y con el resto de las especies inoculadas. Las especies Phoma sp., S. rolfsii y F. sulfureum produjeron lesiones similares sin mostrar diferencias estadísticas significativas entre ellas, seguidas de R. solani que presento valores que difieren estadísticamente de las anteriores. Los resultados expresados por el resto de las especies inoculadas no presentaron diferencias estadísticas respecto al control. Resultados similares en cuanto a la patogeniciad de Diplodia sp fueron reportados en el cultivo de la yuca por varios investigadores (Booth, 1978; Cock, 1983; Lozano y Nolt, 1994; Folgueras, 2010). F. solani ha sido considerado como el agente causal del mal seco en Puerto Rico Plaza (1994) y se ha demostrado que su acción conjunta con otros patógenos (Rhizoctonia solani Kühn y Pythium splendens Brawn) causa el síndrome del complejo marchitamiento-pudrición de raíces en Costa Rica (Laguna et al., 1984). Tercera Inoculación Los niveles de infección superiores estuvieron asociados a Phoma sp., quien presento valores con diferencias estadísticas significativas respecto al resto de los hongos en estudio. Las especies S. rolfssi, Diplodia sp. y F. Sulphureum, causaron lesiones semejantes sin diferir estadísticamente, siguiéndolo en orden los hongos F. solani, F. chlamydosporum y F. oxysporum, los cuales no presentaron diferencias estadística entre ellos. El resto de las especies inoculadas no manifestaron diferencias con el control (Figura 17). Phoma exigua var. Foveata, está principalmente confinado a papa (Solanum tuberosum L), aunque se le ha encontrado en malezas que crecen en campos de papa y cítricos (Logan, 1995; Smith et al., 1997; CABI, 2000). 42

*Medias con letras desiguales difieren según la dócima de Dunnett´C para p < 0,05 Figura 15. Resultados de la primera inoculación en Colocasia (Clon 'Camerun-14').

*Medias con letras desiguales difieren según la dócima de Dunnett´C para p < 0,05 Figura 16. Resultados de la segunda inoculación en Colocasia (Clon 'Camerun-14').

*Medias con letras desiguales difieren según la dócima de Dunnett´C para p < 0,05. Figura 17. Resultados de la tercera inoculación en Colocasia (Clon 'Camerun-14').

4.2.2. Inoculaciones cruzadas La respuesta de los clones 'INIVIT MX 95-1' e 'Camerun-14' a la primera combinación de inoculaciones cruzadas con los representantes fúngicos más frecuentes aparece en la Figura 18, donde se aprecia que todos los hongos inoculados ocasionaron mayores lesiones que R. solani, siendo mayores los tamaños de las lesiones en el género Xanthosoma, excepto al inocular Phoma sp. en Colocasia (Figura 18B).

Las lesiones provocadas por las combinaciones de R. solani con cada una de las especies fitopatógenas evaluadas fueron mayores siempre en el clon 'INIVIT MX 95-1'. Al combinar R. solani + Phoma sp. (Figura 18B) se produjeron mayores lesiones que cuando ambos hongos se inocularon separadamente en Xanthosoma. Las combinaciones R. solani + F. sulphureum (Figura 18C), R. solani + F. chlamydosporum (Figura 18D) y R. solani + F. solani (Figura 18F), originaron lesiones mayores que cuando R. solani se inoculó sólo.

En el clon 'Camerun-14' resultaron mayores las lesiones cuando se realizó la combinación R. solani + F. chlamydosporum, que cuando ambos hongos patógenos se inocularon por separado (Figura 18D). El resto de las combinaciones ocasionaron lesiones de tamaños mayores que R. solani sólo, excepto en las combinaciones R. solani + Diplodia sp. (Figura 18A). y R. solani + F. oxysporum (Figura 18E).

Zink y Secor (1982), al inocular plantas de papa con F. sulphureum, F. solani y F. oxysporum encontraron que el patógeno que mayor pudrición seca originó en el tubérculo fue F. sulphureum. Estos autores al realizar inoculaciones combinadas de la bacteria Erwinia carotovora subsp. atroseptica con estas tres especies de hongos determinaron que el incremento en el porcentaje de los tallos con “pata prieta” no fue significativamente diferente con respecto a las especies de hongos inoculadas, lo que indica que tuvo lugar un efecto antagonista en vez de una relación sinergística específica entre los hongos y la bacteria.

A. R. solani + Diplodia sp. B. R. solani + Phoma sp.

C. R. solani + F. sulphureum D. R. solani + F. chlamydosporum

E. R. solan i + F. oxysporum F. R. solani + F. solani

Figura 18. Respuesta de los clones 'INIVIT MX 95-1' (género Xanthosoma) y 'Camerun-14' (género Colocasia) a la primera combinación de inoculaciones cruzadas.

En la Figura 19 se muestra la respuesta de los clones 'INIVIT MX 95-1' e 'Camerun-14' a la segunda combinación de inoculaciones cruzadas. Siempre los hongos fitopatógenos estudiados provocaron mayores lesiones en el género Xanthosoma, excepto Phoma sp. en Colocasia (Figura 19G) que produjo lesiones de 9,82cm2.

Todas las combinaciones efectuadas en el clon 'INIVIT MX 95-1' causaron lesiones de menor tamaño que las provocadas por S. rolfsii. En el clon 'Camerun-14', al combinar las dos especies, se originaron lesiones mayores que cuando se inocularon cada una de ellas individualmente, a excepción de Diplodia sp. (Figura 19B) y Phoma sp (Figura 19G). Estos resultados obtenidos en Colocasia corroboran los estudios realizados por Espinosa (2003) quien determinó que la combinación de S. rofsii, R. solani y F. oxysporum provocaba mayores afectaciones en los rizomas que cuando cada especie se inoculaba de forma aislada. Nishimura y Kudo (1994) en inoculaciones realizadas sobre trece variedades de Taro (Colocasia) en Japón confirmaron la patogenicidad de F. oxysporum y F. solani como causantes de la podredumbre seca en el cultivo.

A. S. rolfsii + F. sulphureum B. S. rolfsii + Diplodia sp.

C. S. rolfsii + R. solani D. S.rolfsii + F. solani

E. S .rolfsii + F. chlamydosporum F. S.rolfsii + F. oxysporum

G. S.rolfsii + Phoma sp. Figura 19. Respuesta de los clones 'INIVIT MX 95-1' (género Xanthosoma) y 'Camerun-14' (género Colocasia) a la segunda combinación de inoculaciones cruzadas.

4.3. Descripción de los síntomas provocados por los hongos asociados en rizomas de la malanga (géneros Colocasia y Xanthosoma) Género Xanthosoma a) Sclerotium rolfsii: Tejido blanquecino, blando con bordes oscuros.

b) Fusarium sulphureum: Tejido pardo, oscuro en el borde y más claro al centro blando.

c) Fusarium chlamydosporum: Lesiones de color pardo-rosado, secas granulosas.

d) Phoma sp: Tejido blanquecino, seco, desintegrado, con borde pardo marrón.

e) Diplodia sp: Tejido blanquecino-marrón, seco desintegrado.

f) Fusarium solani: Lesión pardo clara, seca, corchosa con borde definido.

g) Rhizoctonia solani: Tejido pardo con bandas más oscuras, seco, corchoso.

h) Fusarium oxysporum: Tejido pardo oscuro en los bordes y blanquecino en el centro, seco y corchoso.

i) Rhizopus nigicans: Tejido corchoso blanquecino alrededor del orificio.

j) Aspergillus niger: Lesión corchosa alrededor del orificio (igual al control).

k) Penicillum chrysogenum: Lesión corchosa alrededor del orificio (igual al control).

l) Control: Tejido seco alrededor del orificio.

Género Colocasia 1) Phoma sp: Lesiones pardo marrón blandas con borde amarillento y en ocasiones negruzco. 1)

2) Sclerotium rolfsii: Lesiones pardo – violáceas, blanda con borde amarillento. 2)

3) Diplodia sp: Lesiones pardo marrón blandas con bordes pardos y negruzcos en ocasiones. 3)

4) Fusarium solani: Lesiones pardo claras, corchosas, secas en los bordes más oscuras. 4)

5) Fusarium sulphureum: Lesiones pardo, secas, corchosas y bordes definidos.

6) Fusarium chlamydosporum: Lesiones de color pardo, con los bordes más claros (similar al control). 6)

7) Fusarium oxysporum: Lesión corchosa alrededor del orificio (igual al control). 7)

8) Rhizoctonia solani: Lesión seca, parda clara con bordes pardos claros (similar al control). 8)

9) Rhizopus nigricans: Lesión corchosa alrededor del orificio (igual al control). 9)

10) Aspergillus niger: Lesión corchosa alrededor del orificio (igual al control). 10)

11) Penicillum chrysogenum: Lesión corchosa alrededor del orificio (igual al control). 11)

12) Control: Lesión corchosa alrededor del orificio.

12)

5. CONCLUSIONES 1. Se creó una colección de 22 hongos aislados de las lesiones presentes en los rizomas de malanga (géneros Xanthosoma y Colocasia), evaluados en diferentes regiones edafoclimáticas del país. 2. En el género Xanthosoma aparecen seis especies comunes para las tres regiones evaluadas: R. solani, F. solani, F. chlamydosporum, Phoma sp. F. sulphureum y F. oxysporum, el resto de los hongos aparecen indistintamente en una u otra región del país. 3. En el género Colocasia se identificaron tres especies comunes para las dos regiones estudiadas: F. sulphureum, R. solani y F. solani, de forma distintiva en la región central se encontraron las especies patógenas: F. oxysporum, F. chlamydosporum, y S. rolfsii y en la región occidental, Phoma sp. 4. Se confirmó la patogenicidad de las principales especies fúngicas identificadas, destacándose en Xanthosoma S. rolfsii, F. sulphureum y F. chlamydosporum y en Colocasia: Phoma sp, Diplodia sp. y S. rolfsii, lo que permitió describir los síntomas provocados por cada una de ellas. 5. La evaluación de los daños arrojó que en Xanthosoma las mayores lesiones las ocasionó S. rolfsii y en Colocasia Phoma sp. 6. En las inoculaciones combinadas, Rhizoctonia solani manifestó sinergismo con el hongo Phoma sp en Xanthosoma y F. chlamydosporum en Colocasia y con el resto de las especies un efecto antagónico. S. rolfsii manifestó sinergismo con todos los hongos en Colocasia excepto con Diplodia sp. y Phoma sp. mientras que en Xanthosoma mostró antagonismo con todas las especies. 7. Se reporta por primera vez en Cuba la presencia de F. sulphureum, F. chlamydosporum y Phoma sp en el cultivo de la malanga.

6. RECOMENDACIONES 1. Continuar el estudio para establecer la relación entre los síntomas presentes y las especies de hongos asociados. 2. Determinar el alcance y magnitud de estos trastornos a nivel nacional, para lograr la caracterización del problema en cada región.

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8. ANEXOS Anexo 1: Micoteca de los hongos asociados a las pudriciones secas en los géneros Xanthosoma y Colocasia.