Heteroptera Poloniae – Acta Faunistica vol. 11: 23-36. Opole, 30 VI 2017 ISSN 2083-201X

Artykuł przeglądowy – Review article

Endosymbionty bakteryjne występujące u owadów z podrzędu Heteroptera (Insecta: ) – występowanie i znaczenie *

JUSTYNA BISGWA

Katedra Biosystematyki, Uniwersytet Opolski, 45-052 Opole, ul. Oleska 22 e-mail: [email protected]

Abstract . [Bacterial endosymbiosis occurring in of the suborder Heteroptera (Insecta: Hemiptera) and their significance ]. Many and plants possess symbiotic micro-organisms inside their body. Bacterial endosymbioses are common in the world of insects with beneficial micro-organisms in various manners. Among these insects, the members of the order of true bugs exhibit an extraordinary diversity in their microbial symbiotic system. This review summarizes current knowledge of the occurrence and importance of bacterial endosymbionts in Heteroptera.

Key words : Hemiptera, Heteroptera, bacterial endosymbionts, review.

Wstęp Fizjologiczny wpływ symbiozy na kondycję go- spodarza może mieć charakter pasożytniczy, komen- Podrząd pluskwiaków różnoskrzydłych (Hemiptera: salistyczny lub mutualistyczny (Kikuchi 2009). Wiele Heteroptera) reprezentowany jest przez ponad 40 ty- symbiotycznych bakterii dostarcza korzyści organi- sięcy opisanych gatunków, spośród których wiele ma zmom, w których bytują poprzez swoje zróżnicowane znaczenie w różnych aspektach życia ludzkiego (Wei- zdolności metaboliczne, fizjologiczne oraz ekologiczne rauch i Schuh 2011), a z przedstawicielami niektórych (Kikuchi i in. 2008). z nich w bliskich, symbiotycznych związkach pozosta- ją liczne rodzaje bakterii (Hypsa i Dale 1997). Endosymbionty owadów, jakie do tej pory udało się zidentyfikować, są bardzo zróżnicowane pod Pluskwiaki reprezentujące Heteroptera klasyfiko- względem pozycji systematycznej, tropizmu tkanek wane są w obrębie siedmiu infrarzędów, a symbio- gospodarza, uzależnienia od niego oraz tego jaki mają tyczne bakterie znajduje się przede wszystkim u osob- wpływ na jego dostosowanie. Wiele symbiontów owa- ników dwóch z nich, tzn. Cimicomorpha i Pentatomo- dów należy do Proteobacteria , a także do Bacteroides , morpha (Kikuchi 2009; Kaiwa i in. 2010). Gatunki z Chlamydiae i Firmicutes (Kikuchi 2009), oraz do Lac- rodzin Reduviidae i Cimicidae, należących do Cimico- tobacillus i Bacillus (Engel i Moran 2013). morpha, posiadają bakteriom lub mycetom, a u Penta- tomomorpha symbionty zasiedlają zwykle przewód Ponieważ większość symbiotycznych bakterii nie pokarmowy (Kikuchi i in. 2008). podlega hodowli w laboratorium, nie mogą być im nadane formalne nazwy rodzajowe i gatunkowe, Wśród wielkiej różnorodności symbiotycznych zgodnie z aktualnie obowiązującymi przepisami doty- powiązań najbardziej spójnymi formami są endosym- czącymi nomenklatury bakterii. Rezultatem tego jest biozy, kiedy to mikroorganizmy żyją w ciele gospoda- opatrzenie większości owadzich symbiontów klauzulą rza, umożliwiając ścisłe interakcje między partnerami Candidatus przed nieformalną nazwą rodzaju lub ga- takiej relacji (Kikuchi 2009). Endosymbiozy bakteryj- tunku. Wyjątkami są nieliczne symbionty, które udało ne pojawiają się przede wszystkim u fitofagów i hema- się wyhodować, oraz kilka innych, których dotyczyły tofagów, ponieważ ich dieta jest uboga w składniki jeszcze poprzednie zasady stosowania nazewnictwa odżywcze, które mogą zdobywać dzięki symbiontom (Moran i in. 2008). (Fukatsu i Hosokawa 2002). Podział symbiontów bakteryjnych

Symbionty bakteryjne dzieli się na dwie grupy, w za- *Praca została przygotowana w ramach seminarium magisterskiego w Zakładzie leżności od ich lokalizacji w organizmie gospodarza: Zoologii, Katedry Biosystematyki UO, pod kierunkiem prof. dr hab. Jerzego Lisa są to symbionty zewnątrz- oraz wewnątrzkomórkowe

Heteroptera Poloniae – Acta Faunistica, vol. 11: 23-36. Opole, 30 VI 2017 ISSN 2083-201X 24

(Kikuchi 2009). Symbionty zlokalizowane zewnątrz- Niektóre endosymbionty bakteryjne odznaczają komórkowo występują w obrębie światła jelita, nato- się znakomitą wszechstronnością i mogą szybko adap- miast wewnątrzkomórkowe są gromadzone w ciągu tować się do różnych typów symbiozy. Ten dynamicz- wyspecjalizowanych komórek, tzw. bakteriocytów lub ny obraz ich ewolucji jest wspomagany dalszymi ob- mycetocytów, których skupisko o charakterze gruczo- serwacjami tego, co dzieje się podczas takich ekspe- łów jest nazywane odpowiednio bakteriomem lub rymentalnych procesów jak pomnażanie infekcji oraz mycetomem (Kukla i Piotrowska-Seget 2011). zamienianie symbiontów między ich gospodarzami. Badania wykazują, że takie zamiany są wykonalne w Mikroorganizmy pozostające w symbiozie z Hete- wysoce wyspecjalizowanych powiązaniach, gdzie roptera są zazwyczaj wewnątrzkomórkowe, i w wielu symbionty wtórne mogą przejąć rolę odżywczą i za- przypadkach trudne lub niemożliwe do hodowli w mienić wyeliminowane symbionty pierwotne (Bourt- sztucznych kulturach. Są wysoce specyficzne w sto- zis i Miller 2009). Ponadto symbionty pierwotne są sunku do swojego gospodarza i mogą być przekazy- obligatoryjne, a wtórne – fakultatywne (Kaiwa i in. wane z pokolenia na pokolenie, dzięki specjalnym 2010). mechanizmom transmisji (Baines 1956). Wyróżnia się również symbionty fakultatywne, Typy transmisji symbiontów bakteryjnych Hete- zwykle możliwe do hodowli (Kikuchi 2009), oraz roptera symbionty obligatoryjne, dla których charakterystycz- Mechanizmy transmisji symbiontów są wyraźnie róż- ne są wcześniej wspomniane struktury skupiające norodne u Heteroptera. Do tej pory zidentyfikowano symbiotyczne bakterie (bakteriom i mycetom), a za- ich trzy typy, a wszystkie mają tryb wertykalny. równo symbiont, jak i gospodarz mogą przetrwać w wyniku braku któregoś z partnerów (Douglas 1989; Wewnątrzkomórkowe symbionty, jak np. Buchne- Kukla i Piotrowska-Seget 2011). ra i Wolbachia , są przekazywane z pokolenia na poko- lenie, dzięki transmisji przez jajo. Natomiast symbion- Endosymbionty obligatoryjne są pomnażane w ty zewnątrzkomórkowe posiadają powylęgowe me- mycetocytach, dzięki czemu są odizolowane genetycz- chanizmy transmisji, do których zalicza się po- nie oraz posiadają ograniczoną zmienność fenotypową wierzchniowe bakteryjne zanieczyszczenie jaja oraz i liczebność. Ponadto ich lokalizacja w tych wyspecja- pobieranie odchodów rodzicielskich, które zawierają lizowanych komórkach sprawia, że są chronione bakterie (koprofagia). Ponadto występować może przed działaniem hemolizyn i komórek żernych owada transmisja w kapsule, jak np. u Plataspidae (Kikuchi i (Douglas 1989; Kukla i Piotrowska-Seget 2011). in. 2008). Pojęcia symbiontów pierwotnych (P-symbiontów) Wertykalna transmisja symbionta może być za- i symbiontów wtórnych (S-symbiontów) są jednymi z hamowana poprzez dezynfekcję powierzchni jaja oraz najbardziej ustalonych w badaniach nad symbiozą jego sterylizację. Wylęgające się larwy nie mogą wtedy owadów. Symbionty pierwotne (P) to duże bakterie, wzrastać z powodu oportunistycznych infekcji, które mające naturalne pochodzenie ewolucyjne, będące powodują drobnoustroje takie, jak grzyby, a także istotne odżywczo. Ich rozwój jest ograniczony do bakterie Serratia , Staphylococcus i im podobne (Abe i wzrostu i bytowania w wyspecjalizowanych komór- in. 1995). kach gospodarza, jakimi są bakteriocyty. Wertykalna transmisja symbionta jest jednym z Symbionty pierwotne (P-symbionty) są dziedzi- najbardziej fundamentalnych procesów utrzymania czone wyłącznie na drodze transmisji wertykalnej, a w symbiotycznych powiązań, choć jej rzeczywista regu- wyniku ich bliskiej relacji z gospodarzem może do- lacja jest słabo poznana (Hosokawa i in. 2007a). chodzić do kospecjacji. Ponadto tym terminem określa się głównie wyraźnie koewolujących mutualistów. Występowanie Symbionty wtórne (S-symbionty) to wszystkie pozo- stałe typy symbiontów, które przenoszą zbędne zaka- Znaczna część Heteroptera należących do Pentato- żenia i bywają szkodliwe. Mogą atakować różne ko- momorpha i Cimicomorpha to fitofagi i występuje u mórki gospodarza i często są transmitowane horyzon- nich Wolbachia sp. ( α-Proteobacteria ), która charakte- talnie u niespokrewnionych gatunków gospodarza lub ryzuje się pasożytnictwem fakultatywnym (Kikuchi i wyższych taksonów. in. 2008). Specyficzne bakteryjne symbionty znajdują się u przedstawicieli tych dwóch infrarzędów przede Mimo, że pojęcia symbiontów P i S są niejedno- wszystkim w świetle krypt w tylnej części jelita środ- krotnie używane w literaturze, ich dokładne znaczenie kowego (czwarta część) (Kikuchi 2009). pozostaje nadal niejasne. Co więcej, analizy filogene- tyczne dowodzą, że tak naprawdę nie ma między nimi W celu poznania wewnątrzkomórkowych sym- aż tak zasadniczych podziałów. biontów Lygaeoidea, reprezentujących infrarząd Pen-

Heteroptera Poloniae – Acta Faunistica, vol. 11: 23-36. Opole, 30 VI 2017 ISSN 2083-201X 25

tatomomorpha, analizowano pięć różnych gatunków z nieważ zainfekowane owady mają ze sobą bezpośred- rodzin Blissidae i Lygaeidae. Fluorescencyjna hybry- ni kontakt przez długi czas (Baines 1956). dyzacja in situ wykazała, że wszystkie analizowane Przy analizie flory bakteryjnej w jelitach Reduvii- pluskwiaki zawierają w części brzusznej sparowane dae uwzględniono występowanie świdrowca Trypano- bakteriomy, które są różnie ukształtowane. Endosym- soma cruzi . Badano wybrane gatunki zajadkowatych: bionty wykryto również w gonadach samic i na przed- Panstrongylus megistus (Burmeister, 1835), Rhodnius nim biegunie w rozwoju jaja, co dowodzi wertykalnej prolixus , Triatoma brasiliensis (Neiva, 1911), T. infe- transmisji endosymbiontów przez jajo (Küchler i in. stans (Klug, 1834), T. juazeirensis (Costa i Felix, 2007), 2012). T. sherlocki (Papa, Jurberg, Carcavallo, Cerqueira i Dane o wszystkich do tej pory poznanych endo- Barata, 2002), charakteryzując mikroflorę ich jelit i symbiontach bakteryjnych Heteroptera, wraz z ich tkanek gonad (Díaz i in. 2016), a także ślinianek (Hyp- charakterystycznymi cechami, podsumowano w tabeli sa i Dale 1997). (Tabela 1), a poniżej omówiono dokładnie występo- Mikroflora rodziny Reduviidae odznacza się wy- wanie endosymbiontów u konkretnych gatunków soką zmiennością osobniczą w obrębie tego samego Heteroptera. gatunku gospodarza (Díaz i in. 2016). Ich dominują- CIMICOMORPHA cym endosymbiontem jest Arsenophonous (Bourtzis i Miller 2009; Díaz i in. 2016). Ponadto u R. prolixus Cimicidae (Cimicoidea) dominującym symbiontem jest Pectobacterium . Nie- Dziedzicznym bakteryjnym symbiontem wyizolowa- które rodzaje bakterii wydają się być specyficzne dla nym z tkanki jajnika Cimex lectularius (Linnaeus, konkretnych gospodarzy z rodziny Reduviidae, np. 1758), scharakteryzowanym przez analizę genu 16S Rhodococcus dla Rhodnius (Díaz i in. 2016), czy Arse- rDNA jest Wolbachia (Hypsa i Aksoy 1997). nophonus dla Triatoma (Hypsa i Dale 1997; Díaz i in. 2016). Miridae (Miroidea) Zajadkowate nie posiadają bakteriocytów, a więk- Wolbachia sp. jest endosymbiontem Charagochilus szość ich mikrobioty prowadzi pozakomórkowy cykl angusticollis (Linnavuori, 1961) (Kikuchi i Fukatsu życia w świetle jelita środkowego. Symbiotyczne bak- 2003). terie są pobierane w wyniku koprofagii na poziomie Reduviidae (Reduvioidea) tego samego gatunku lub w wyniku kanibalizmu. Zde- finiowanie kluczowych czynników wpływających na U hematofagicznych pluskwiaków z rodzaju Rhodnius , skład mikroflory jelitowej Reduviidae pozostaje wy- np. u R. prolixus (Stål, 1859), w warunkach hodowla- zwaniem, biorąc pod uwagę wiele zmiennych. Należy nych wyizolowano symbiotyczną bakterię Gram- do nich m.in. różnorodność gatunków gospodarza, dodatnią, występującą w świetle jelita – Rhodococcus symbiotyczny tryb transmisji i tryb życia, a także rhodnii (Brecher i Wigglesworth 1944; Baines 1956; wpływ zakażenia Trypanosoma cruzi . Ocenia się, że Kikuchi i in. 2008; Kikuchi 2009; Engel i Moran 2013), Triatoma brasiliensis , T. sherlocki oraz Panstrongylus której związek z organizmem gospodarza to mutua- megistus są wektorami Trypanosoma cruzi , natomiast lizm fakultatywny (Kikuchi i in. 2008). obecność bakterii z rodzaju Arsenophonus w mikroflo- Rhodnius posiada pięć stadiów larwalnych w roz- rze jest bardzo stabilna. Wszystkie inne składowe woju, a Rhodococcus rhodnii był izolowany z treści zidentyfikowane w mikroflorze zajadkowatych odzna- jelitowej owadów dorosłych i nimf we wszystkich czają się wyraźną fakultatywnością (S-symbionty) stadiach, choć zauważono, że liczebność bakterii była (Kikuchi 2009; Díaz i in. 2016). wyższa w trzecim, czwartym i piątym stadium larwal- Większość symbiontów Reduviidae jest prawdo- nym, niż w stadiach wczesnej larwy (I i II stadium) lub podobnie zewnątrzkomórkowa i transmitowana wer- u osobnika dorosłego (Brecher i Wigglesworth 1944; tykalnie, oraz może swobodnie przetrwać poza ciałem Baines 1956). gospodarza. Warunki środowiska, takie jak pH, stęże- R. rhodnii jest bakterią zewnątrzkomórkową, prze- nie tlenu, dostępność składników pokarmowych, mo- noszoną wraz z kałem gospodarza, a infekowanie gą wpływać na kolonizację jelita owada lub jej brak. W odbywa się na powierzchni jaja tylko wtedy, gdy jest przeciwieństwie do innych owadów, gdzie jaja bywają ono zanieczyszczone ekskrementami z zainfekowa- zainfekowane we wczesnych stadiach zarodkowych, nych nimf i osobników dorosłych. W środowisku natu- transmisja gatunków Arsenophonus u Triatoma infe- ralnym pluskwiaki z rodzaju Rhodnius żyją w grupach, stans występuje dopiero w późniejszym okresie (Díaz i w norach małych ssaków, z których pobierają pokarm, in. 2016). Spośród gatunków tego rodzaju wyróżnić ukrywając się w szczelinach między kamieniami. Dzię- można tu Arsenophonus triatominarum oraz A. lineages ki temu sposób transmisji bakterii jest skuteczny, po- (Kikuchi 2009; Díaz i in. 2016).

Heteroptera Poloniae – Acta Faunistica, vol. 11: 23-36. Opole, 30 VI 2017 ISSN 2083-201X 26

Aposymbiotyczne pluskwiaki, uzyskane poprzez samic Elasmostethus humeralis (Jakovlev, 1883) i E. antybiotykoterapię, pozostają żywe i zdolne do rozro- nubilus (Dallas, 1851) występują symbionty bakteryj- du, a szlaki ewolucji molekularnej A. triatominarum , ne, takie jak: Buchnera , Wigglesworthia , Blochmannia , które obejmują degenerację genomu, uważa się za Baumannia (Kikuchi i in. 2009). Wolbachia sp. jest typowe dla S-symbiontów. Bakterie z rodzaju Pecto- endosymbiontem Elasmucha putoni (Scott, 1874) i E. bacterium wykryto u Rhodnius prolixus , Panstrongylus amurensis (Kerzhner, 1972) (Kikuchi i Fukatsu 2003). megistus oraz u Dipetalogaster maxima (Uhler, 1894). Alydidae (Coreoidea) Pectobacterium , jako symbiont Reduviidae, ma filoge- netyczne powiązania z wewnątrzkomórkowymi sym- Riptortus pedestris (Fabricius, 1775) posiada wyspe- biontami Cimex lectularius (Cimicidae) oraz Kleidoce- cjalizowany organ symbiotyczny w obszarze tylnej rys resedae (Panzer, 1797) (Lygaeidae), u których części jelita środkowego, gdzie w licznych kryptach bakterie są gromadzone w bakteriomie. występują pozakomórkowe Burkholderia (β- Proteobacteria ). Drugie pokolenie nimf pobiera sym- Konieczne są dalsze badania w celu ustalenia spo- bionty ze środowiska poprzez otwór gębowy. W od- sobów i rodzaju transmisji Pectobacterium u Triato- różnieniu od innych owadzich symbioz, R. pedestris minae, jednak na uwagę zasługuje fakt, że być może nabywa symbiotyczną Burkholderia nie poprzez ma on podobny sposób i wykorzystują te same rodzaje transmisję wertykalną, ale ze środowiska glebowego, z transmisji, co rodzaje Arsenophonus i Pectobacterium , każdym pokoleniem (Kikuchi i in. 2005; Kikuchi 2009; które uznano za dwie podstawowe enterobakterie Kikuchi i in. 2012; Futahashi i in. 2013; Kikuchi i Yu- rodziny Reduviidae (Díaz i in. 2016). moto 2013; Engel i Moran 2013; Kikuchi i Fukatsu Kolejnym ważnym rodzajem bakterii w mikroflo- 2014; Kim i Lee 2015). rze jelita Reduviidae są Corynebacteriales ( Rhodococ- Burkholderia jest również symbiontem Riptortus cus , Dietzia i Corynebacterium ), włączając w to rów- clavatus (Thunberg, 1783) (Kikuchi i in. 2007; Kikuchi nież zewnątrzkomórkowe fakultatywne symbionty, i in. 2008) i jest to mutualizm fakultatywny (Kikuchi i różne dla różnych środowisk, zwłaszcza w ekosyste- in. 2008). Symbiotyczny związek z Burkholderia ma mie glebowym. Trypanosoma cruzi okazuje się być również Leptocorisa chinensis (Dallas, 1852) (Kikuchi i drugim, po gatunku gospodarza, najważniejszym in. 2005; Kikuchi i in. 2011) oraz L. acuta (Thunburg, czynnikiem kształtowania składu flory bakteryjnej. 1873), L. oratoria (Fabricius, 1794), Megalotomus Badania pokazują, że istnieje znaczący wzrost różno- costalis (Stål, 1873), Daclera levana (Distant, 1918) rodności i zmiana w składzie mikroflory jelita zajad- oraz Paraplesius unicolor (Scott, 1874) (Kikuchi i in. kowatych po wchłonięciu Trypanosoma cruzi , a Arse- 2011). nophonus jest najmniej podatny na zmiany wywołane odpowiedzią immunologiczną w wyniku jego obecno- Artheneidae (Lygaeoidea) ści (Díaz i in. 2016). Chilacis typhae (Perris, 1857) posiada obligatoryjnego Wewnątrzkomórkowe symbiotyczne bakterie wewnątrzkomórkowego symbionta w nabłonku jelita wyizolowane z hemolimfy Triatoma infestans i innych środkowego. Należy on do γ-Proteobacteria i wykazuje Reduviidae hodowano in vitro na linii komórek Aedes filogenetyczne powiązania z wtórnym endosymbion- albopictus . Analiza sekwencji 16S rDNA wykazała, że tem bakteryjnym Cimex lectularius (Cimicidae). Dla bakteria ta należy do γ-Proteobacteria i posiada w tego nowo scharakteryzowanego kladu symbiotycz- 96,2% sekwencję identyczną do Arsenophonus naso- nych bakterii zaproponowano nazwę Candidatus niae . Gatunek ten ma wspólne cechy morfologiczne, Rohrkolberia cinguli , jako rodzajową i gatunkową podobny podział tkanek oraz sposób zakażania. Gałąź (Küchler i in. 2011). filogenetyczna tego symbionta stanowi linię symbion- (Lygaeoidea) tów owadzich, które mogą być zdolne do transmisji horyzontalnej pomiędzy odległymi filogenetycznie Endosymbiotyczną Burkholderia posiadają takie ga- gospodarzami (Hypsa i Dale 1997). tunki, jak Yemma exilis (Horváth, 1905) i Metatropis rufescens (Herrich-Schäffer, 1835), które są fitofagami (Kikuchi i in. 2011). Acanthosomatidae (Pentatomoidea) Blissidae (Lygaeoidea) Wyróżnia się obligatoryjną mutualistyczną symbiozę z W kryptach jelita środkowego Blissus insularis (Bar- γ-Proteobacteria – Candidatus Ishikawaella capsulata i ber, 1918) wykryto gęste zewnątrzkomórkowe popu- Rosenkranzia clausaccus , które zasiedlają krypty jelita lacje bakterii. Badania wykonane za pomocą epifluo- środkowego (Kikuchi 2009). U Acanthosomatidae rescencji oraz transmisyjnego mikroskopu elektrono- bakterie są transmitowane poprzez powierzchniowo wego dowiodły, że pokrywają one powierzchnię prze- zanieczyszczone jajo (Kikuchi 2009). U dorosłych świtu krypt i wypełniają całe ich światło. Sekwencjo-

Heteroptera Poloniae – Acta Faunistica, vol. 11: 23-36. Opole, 30 VI 2017 ISSN 2083-201X 27

nowanie oraz analiza podjednostki 16S rRNA wykaza- jącego w rodzinie Pentatomidae, a badania porów- ły wysokie podobieństwo nukleotydowe zarówno do nawcze tych grup pluskwiaków dostarczyłyby wiedzy rodzaju Burkholderia (β-Proteobacteria ), jak i Pseudo- na temat współwystępujących związków symbiotycz- monas (γ-Proteobacteria ). Wykorzystując primery nych (Hosokawa i in. 2012). charakterystyczne dla Burkholderia , bakterie były Endosymbiotyczne bakterie stwierdzono również wykrywane w stadium jaja, nimfy oraz osobników u Cydnus aterrimus (Forster, 1771) (Schorr 1957), ale dorosłych. Fluorescencyjna hybrydyzacja in situ z nie określono ich przynależności taksonomicznej. wykorzystaniem sond oligonukleotydowych specy- ficznych dla gatunku, potwierdziła lokalizację Burk- Lygaeidae (Lygaeoidea) holderia w kryptach (Boucias i in. 2012). Burkholderia Obligatoryjny endosymbiont bakteryjny gatunku Klei- jest również obecna u Dimorphopterus pallipes (Di- docerys resedae (Say, 1832) należy do γ-Proteobacteria stant, 1883) i Cavelerius saccharivorus (Okajima, 1922) i posiada filogenetyczne powiązania z Wigglesworthia (Kikuchi i in. 2011). glossinidia . Dla tego nowo scharakteryzowanego kladu Z kolei analiza opierająca się na genach 16S rRNA i symbiotycznych bakterii zaproponowano nazwę Can- groEL wykazała, że endosymbiontami Ischnodemus didatus Kleidoceria schneideri (Küchler i in. 2010). sabuleti (Fallen, 1826) są γ-Proteobacteria (Küchler i Symbiotyczne bakterie występujące u Nysius sp. to in. 2012). γ-Proteobacteria , wewnątrzkomórkowo zlokalizowane Coreidae (Coreoidea) w parze dużych bakteriomów, związanych z gonada- mi. W jajniku dorosłych samic endosymbionty zostały Endosymbiontem Cletus punctiger (Dallas, 1852) i C. zlokalizowane w tzw. strefie zakażenia, pośrodku trigonus (Thunberg, 1783) jest Wolbachia sp. (Kikuchi każdego germarium oraz w kuli symbionta na przed- i Fukatsu 2003) oraz Burkholderia sp. , która występuje nim biegunie każdego oocytu, wskazując na wertykal- również u innych gatunków tej rodziny: C. rusticus ną transmisję endosymbionta poprzez jajo. Analizy (Stål, 1860), Molipteryx fuliginosa (Uhler, 1860), Acan- filogenetyczne na podstawie genów 16S rRNA, groEL i thocoris sordidus (Thunberg, 1783), Anacanthocoris gyrB, dowodzą o monofiletyczności symbiontów Ny- striicornis (Scott, 1874), Leptoglossus australis (Fab- sius sp., z możliwością pokrewieństwa z Candidatus ricius, 1775), Dasynus coccocinctus (Burmeister, Kleidoceria schneideri który, jak wspomniano wyżej, 1834), Notobitus meleagris (Fabricius, 1787), Hygia jest bakteriomowym endosymbiontem Kleidocerys opaca (Uhler, 1860), Hygia lativentris (Motschulsky, resedae . Dla kladu symbiotycznych bakterii Nysius sp. 1866), Homoeocerus dilatatus (Horváth, 1879), H. zaproponowano nazwę Candidatus Schneideria nysico- unipunctatus (Thunberg, 1783), H. marginiventris la (Matsuura i in. 2012). (Dohrn, 1860), Paradasynus spinosus (Hsiao, 1963), Plinachtus bicoloripes (Scott, 1874) oraz P. basalis Analiza filogenetyczna opierająca się na genach (Westwood, 1842) (Kikuchi i in. 2011). 16S rRNA i groEL wykazała, że endosymbiontami Arocatus longiceps (Stål, 1872), Belonochilus numenius Cydnidae (Pentatomoidea) (Say, 1832), Orsillus depressus (Mulsant i Rey, 1852), Symbiotyczne bakterie, związane z kryptami jelita oraz Ortholomus punctipennis (Herrich-Schäffer, 1838) środkowego, są specyficzne dla gatunku swojego go- są γ-Proteobacteria . Endosymbiont B. numenius (Ly- spodarza i stanowią co najmniej cztery odrębne linie gaeidae: Orsillinae) jest filogenetycznie powiązany z wywodzące się z γ-Proteobacteria , co dowodzi o wie- Candidatus Rohrkolberia cinguli , który z kolei jest en- lokrotnych początkach ewolucyjnych wśród symbion- dosymbiontem Chilacis typhae (Heteroptera: Arthene- tów jelitowych Cydnidae. Do tych czterech grup nale- idae), co sugeruje wymianę endosymbionta w tej linii żą: symbionty jelitowe Schiodtella japonica (Imura filogenetycznej. Różnorodność endosymbiontów i i Ishikawa, 2009), powiązane z symbiontami jelito- zróżnicowana budowa bakteriomu może odzwiercie- wymi Nezara viridula ; symbionty Adomerus triguttulus dlać niezależne ewolucyjne pochodzenie systemów (Motschulsky, 1886), A. variegatus (Signoret, 1884) endosymbiotycznych wśród Lygaeidae (Küchler i in. oraz A. rotundus (Hsiao, 1977), wywodzące się ze 2012). szczepu Pantoea ananatis BD561; symbionty jelitowe Pachygronthidae (Lygaeoidea) Canthophorus niveimarginatus (Scott, 1874), związane Jelita Pachygrontha antennata (Uhler, 1860) są gospo- ze szczepem P. ananatis SAD2-6; symbionty jelitowe darzem symbiotycznych gatunków z rodzaju Burk- Adrisa magna (Uhler, 1860) i Macroscytus japonensis holderia (Kikuchi i in. 2011). (Scott, 1874), związane z Enterobacter ludwigii (Hoso- kawa i in. 2012). Pentatomidae (Pentatomoidea) Ewolucyjny związek między gospodarzem a sym- Prawdopodobnie z powodu licznych związków z sym- biontem w tej rodzinie jest podobny do tego, występu- biontami zewnątrzkomórkowymi niemal wszystkie

Heteroptera Poloniae – Acta Faunistica, vol. 11: 23-36. Opole, 30 VI 2017 ISSN 2083-201X 28

Pentatomidae wykształciły postnatalne mechanizmy siadanie kapsuły jest to cecha wywodząca się z linii transmisji symbiontów, w odróżnieniu od symbioz Pentatomidae (Hosokawa i in. 2005). wewnątrzkomórkowych, ustanowionych przez trans- Kapsuła składa się z trzech zasadniczych elemen- misję prenatalną (Kikuchi 2009; Küchler i in. 2012). tów: symbiont, macierz i koperta. Ta ostatnia, kutyku- Symbiontami Plautia stali (Scott, 1874) są mikro- lo-podobna, jest istotna w ochronie symbiontów przed organizmy laseczkopodobne o znacznej długości. Ob- stresem środowiskowym, na który składają się wysy- serwuje się je w cytoplazmie komórek nabłonkowych chanie, promieniowanie UV oraz zakażanie przez inne jelita ślepego oraz na tylnej powierzchni jelita środ- organizmy. Wysoce prawdopodobne jest to, że żywi- kowego. Każde wgłębienie jelita ślepego otwiera się copodobna macierz, w której symbiont jest umiesz- do komory jelita środkowego poprzez drobne pory. Z czony, jest istotna również jako czynnik konserwujący, mycetocytów symbionty są uwalniane do jamy jelita gdy przebywa on poza organizmem gospodarza. Te po degeneracji komórek gospodarza (Abe i in. 1995). komponenty kapsuły traktowane są jako gwarancja Typ tego związku gospodarza z symbiontem to mutua- wertykalnej transmisji symbiontów gospodarza do lizm obligatoryjny (Kikuchi i in. 2008). wnętrza jego potomstwa. Jelito środkowe Plataspidae dzieli się na kilka odrębnych sekcji, które odznaczają Nimfy Nezara viridula (Linnaeus, 1758) zawierają się charakterystycznymi cechami morfologicznymi i bakterie w różnych odcinkach jelita środkowego. Wy- histologicznymi. Niektóre z nich są wyspecjalizowane krywane były również na skorupach jaj, po wylęgnię- do przenoszenia jelitowych bakterii symbiotycznych – ciu, ale nie w jajowodach, co wskazuje na transmisję tu przede wszystkim tylna część jelita środkowego, poprzez otwór gębowy, a nie przez powierzchnię jaja, wykazująca niezwykły dymorfizm płciowy (Hosokawa której sterylizacja powoduje rozwój owadów aposym- i in. 2005). biotycznych (Prado i in. 2006). Endosymbiontami są Klebsiella pneumoniae i Enterococcus faecalis oraz inne, Megacopta punctatissima (Montandon, 1894) i M. zbliżone pod względem sekwencji nukleotydowej do cribraria (Fabricius, 1798) są zasiedlane przez bez- Pantoea sp. (Hirose i in. 2006). Występują także γ- względnie symbiotyczne γ-Proteobacteria o nazwie Proteobacteria , z którymi ma związek o charakterze Candidatus Ishikawaella capsulata , które bytują w fakultatywnego komensalizmu (Kikuchi i in. 2008; jamie krypty jelita środkowego (Hosokawa i in. 2007; Tada i in. 2011) oraz Wolbachia (Kikuchi i in. 2008). Kikuchi i in. 2008; Kikuchi 2009; Engel i Moran 2013) oraz przez Wolbachia sp. (Kikuchi i Fukatsu 2003). Symbionty jelitowe występują również u Halyo- morpha halys (Stål, 1855), Acrosternum hilare (Say, M. punctatissima posiada również kapsuły z sym- 1832) i Murgantia histrionica (Hahn, 1834) (Taylor i biontami, w tym zawierające Candidatus Ishikawaella in. 2014). capsulata (Fukatsu i Hosokawa 2002). Ponadto ekspe- rymentalna manipulacja stosunku jaj do kapsuł wyka- Ponadto badania wykazują, że stopień mutuali- zuje, że jedna kapsuła jest wystarczająca do transmisji zmu związku bakterii z Pentatomidae jest zmienny, symbionta do sześciu larw (Hosokawa i in. 2007b). ponieważ A. hilare dla odpowiedniego rozwoju i prze- trwania wymaga endosymbiontów, natomiast u M. Symbiontem Plataspidae może być również Buch- histrionica nie są one wymagane w tak dużym stopniu nera (Kikuchi i in. 2009). (Prado i Almeida 2009). Wykryto również, że inny gatunek tej rodziny, Co- Plataspidae (Pentatomoidea) ptosoma scutellatum (Geoffroy, 1785), posiada duży zasób niescharakteryzowanych bakterii w swoim W gatunkach tej rodziny wyróżnia się obligatoryjną mycetomie (Fukatsu i Hosokawa 2002). mutualistyczną symbiozę z γ-Proteobacteria – Candi- datus Ishikawaella capsulata i Rosenkranzia clausaccus , Pyrrhocoridae (Pyrrhocoroidea) które zasiedlają krypty jelita środkowego. Bakterie są W jelicie Pyrrhocoris apterus (Linnaeus, 1758) specy- transmitowane w kapsule – dorosła samica składa ficznym symbiontem jest Coriobacterium glomerans , jaja, wydalając wraz z nimi małe brązowawe cząstki, należący do Actinobacteria. Został on wykryty w trze- nazywane kapsułami. Zawierają one wewnątrz dużą ciej sekcji jelita środkowego, odchodach, jak również ilość symbiotycznych bakterii. Nowe pokolenie po w hemolimfie samic. Ponadto dorosłe samice pozo- wylęgu natychmiast wgłębia się w kapsułę i pobiera z stawiają symbionty na powierzchni jaj podczas ich niej symbionty (Kikuchi 2009), w wyniku czego nastę- składania, dzięki czemu mogą one później zostać puje wertykalne przeniesienie zakażenia. stamtąd pobrane przez potomstwo. Korzystając z PCR Podobne do kapsuł, inne pojemniki na symbionty i częściowo analizując sekwencję genu 16S rRNA, wy- dla swojego potomstwa, posiadają również owady z kryto symbionty bakteryjne ściśle związane z Dysder- rodzin Cydnidae, Urostylidae i Pentatomidae, ale po- cus fasciatus (Signoret, 1861), co sugeruje, że symbio-

Heteroptera Poloniae – Acta Faunistica, vol. 11: 23-36. Opole, 30 VI 2017 ISSN 2083-201X 29

za z Actinobacteria może być rozpowszechniona w grywają również kluczową rolę w biosyntezie witamin obrębie rodziny Pyrrhocoridae (Kaltenpoth i in. 2009). z grupy B u hematofagów. Nie są poznane wszystkie Innymi endosymbiontami P. apterus oraz D. fasciatus biologiczne funkcje i korzyści, jakie symbionty niosą są Gordonibacter sp., Firmicutes (Clostridium sp., Lac- swemu gospodarzowi (Kaiwa i in. 2010). tococcus sp.) i Proteobacteria (Klebsiella sp., Rickettsia ) W mycetomie wytwarzane są witaminy A1, E oraz (Sudakaran i in. 2012; Salem i in. 2013). karoten. Są to substancje wykrywane następnie w (Lygaeoidea) jelicie ślepym owadów. Gdy symbiotyczne mikroorga- nizmy są eksperymentalnie usuwane z organizmu Gatunkami, które zawierają endosymbiotyczną Burk- owada, ten nie rośnie, jeśli nie zostanie mu podana holderia są luridus (Hahn, 1826), Paro- dieta bogata w witaminy (Abe i in. 1995). Rhodococcus mius exiguus (Distant, 1883), Togo hemipterus (Scott, rhodnii jest źródłem witamin z grupy B (pirodyksyna, 1874), Paraeucosmetus pallicornis (Dallas, 1852), Hor- nikotynamid, pantotenian wapnia, tiamina, cyjanoko- ridipamera inconspicua (Dallas, 1852), H. nietneri balamina), w które normalna dieta Rhodnius , bazująca (Dohrn, 1860), Panaorus japonicus (Stål, 1874), P. al- na krwi żywiciela, jest uboga. Biotyna i kwas foliowy bomaculatus (Scott, 1874), Metochus abbreviatus występują w wystarczającym stężeniu, nawet kiedy (Scott, 1874), Neolethaeus dallasi (Scott, 1874), Letha- owad nie jest zasiedlany przez bakterie (Baines 1956). eus assamensis (Distant, 1901) (Kikuchi i in. 2011). Nosiciele choroby Chagasa z rodziny Reduviidae są Scutelleridae (Pentatomoidea) obligatoryjnymi hematofagami, w wyniku czego ich Bakteryjnymi symbiontami jelitowymi Cantao ocella- dieta jest pozbawiona pewnych witamin. tus (Thunberg, 1784) są specyficzne γ-Proteobacteria W konsekwencji są one również siedliskiem populacji zidentyfikowane u osobników różnego pochodzenia symbiontów, które dostarczają im niezbędnych skład- geograficznego. Występują one pozakomórkowo w ników odżywczych (Beard i in. 2001). Endosymbiont kryptach czwartej sekcji jelita środkowego. Mikrosko- bakteryjny Triatoma infestans , pochodzący z Actino- pia elektronowa krypt wykazała swoistą konfigurację bacteria , dostarcza mu witaminy B (Hypsa i Dale histologiczną w interakcji gospodarz-symbiont. Eks- 1997). perymentalna sterylizacja jaj potwierdziła, że bakterie Bakteria Rhodococcus rhodnii jest niezbędna do są przekazywane larwom poprzez zanieczyszczoną rozwoju pluskwiaków Rhodnius , a w przypadku jej powierzchnię jaja. Niektóre osobniki C. ocellatus po- braku owad nie osiąga stadium dorosłego. Absencja w siadają również symbionty bakteryjne w gonadach. stadium wczesnej larwy i osobnika dorosłego powo- Wykazują one podobieństwo do Sodalis glossinidius duje wolniejszy rozwój owada – nawet o 30 lub 90 dni, (Kaiwa i in. 2010). w zależności od stadium, lub całkowite zatrzymanie Bakteryjnym symbiontem jelita środkowego Euco- dalszego rozwoju. Wymieralność kultur laboratoryj- rysses grandis (Thunberg, 1783) jest specyficzna γ- nych może być spowodowana brakiem mechanizmu Proteobacteria , która została zidentyfikowana u owa- transmisji, szczególnie jeśli owady są utrzymywane w dów z pięciu różnych stanowisk. Bakterie te wykryto u małej liczbie i stosunkowo czystych warunkach (Ba- wszystkich z 64 analizowanych osobników, pochodzą- ines 1956). cych z trzech populacji gospodarza. Analizy filogene- Bardzo niewiele pluskwiaków Rhodnius bez Rho- tyczne wykazały, że bakteria ta stanowi odrębną linię dococcus rhodnii jest w stanie przeobrazić się do po- γ-Proteobacteria i nie jest ściśle związana ani z sym- staci osobnika dorosłego, a nieliczne, którym się to biontami jelita innych Scutelleridae, jak na przykład C. uda, są niezdolne do rozmnażania (Brecher i Wiggle- ocellatus , ani z symbiontami innych Heteroptera. Dia- sworth 1944; Kikuchi 2009). gnostyka PCR z hybrydyzacją in situ i mikroskopią elektronową dowodzą, że bakteria ta występuje ze- Zajadkowate są wektorami świdrowca Trypano- wnątrzkomórkowo w kryptach czwartego odcinka soma cruzi , który wywołuje chorobę Chagasa. Badanie jelita środkowego (Kaiwa i in. 2011). mikroflory jelitowej Reduviidae zyskało znaczenie w ostatnich latach, ze względu na jej możliwą rolę w Znaczenie kompetencji wektorowej i perspektywę potencjalnego wykorzystania w strategiach kontroli nad przenosze- U niektórych gatunków należących do Cimicomorpha i niem Trypanosoma cruzi . Pentatomomorpha eliminacja symbionta powoduje opóźnienie wzrostu i wysoką śmiertelność larw go- Dzięki obecności endosymbiontów Reduviidae, spodarza, co wskazuje na ich kluczową rolę w życiu takich jak Arsenophonus , możliwe jest wykorzystanie owada (Kikuchi 2009). Endosymbionty bakteryjne ich jako stabilnego wektora genetycznej transformacji owadów mogą także zapewniać podstawowe amino- Reduviidae oraz kontrola choroby Chagasa. Mikroor- kwasy, które nie występują w diecie fitofagów. Od- ganizmy żyjące w jelicie środkowym odgrywają ważną

Heteroptera Poloniae – Acta Faunistica, vol. 11: 23-36. Opole, 30 VI 2017 ISSN 2083-201X 30

rolę w modulowaniu kompetencji wektorowych, co lizacji powierzchni jaja powodowała istotnie większą oznacza zdolność do nabywania, utrzymywania i śmiertelność i zmniejszone tempo wzrostu, co wska- przekazywania patogenów. Dzięki metodom gene- zuje na to, że endosymbionty odgrywają ważną rolę w tycznej modyfikacji symbiontów bakteryjnych można ich odżywianiu. Odżywczy mutualizm z Actinobacteria skutecznie zmniejszyć transmisję pasożyta, a także może spowodować, że Pyrrhocoridae będą wykorzy- rozwój i płodność zajadkowatych. W ciągu ostatnich stywały nasiona Malvales jako źródło pożywienia, a lat pojawiały się różne sugestie dotyczące wykorzy- tym samym prawdopodobnie pozwoli im na zajęcie stania flory jelitowej w hamowaniu rozwoju Trypano- oraz urozmaicenie nowej niszy ekologicznej (Salem i soma cruzi u Reduviidae. Rozważane są, m.in. mecha- in. 2013). nizmy immunologiczne używane przez owada do kon- Również symbiotyczne bakterie P. apterus , który troli populacji bakteryjnej jelita, odpowiedzi pasożyta jest modelowym organizmem w badaniach fizjolo- na te mechanizmy oraz funkcjonalna rola symbiontów. gicznych i endokrynologicznych, odgrywają istotną Sugeruje się, że Arsenophonus jest dobrym kandyda- rolę w odżywianiu, tym samym pozwalając na wyko- tem na stabilnego wektora paratransgenezy (Díaz i in. rzystywanie nowych jego źródeł i rozwój w odmien- 2016). nych, niedostępnych dla niego wcześniej niszach eko- W wyniku przeprowadzenia qPCR w czasie rze- logicznych (Sudakaran i in. 2012). czywistym okazało się, że antybiotykoterapia nimf Zapobieganie wertykalnej transmisji symbiontów Blissus insularis znacznie zmniejsza ilość kopii genu Halyomorpha halys ma negatywny wpływ na kolejne 16S rRNA dla Burkholderia . Ponadto zabieg ten do- pokolenia. Czas rozwoju i przeżywalność pierwszego prowadził do znacznego opóźnienia w rozwoju, a tak- pokolenia, któremu symbionty nie zostaną przekaza- że zwiększenia śmiertelności B. insularis . Na tej pod- ne, są znacząco zmienione i zredukowane (Taylor i in. stawie można wnioskować, że Burkholderia ma pozy- 2014). tywny wpływ na jej gospodarza (Boucias i in. 2012). Podsumowując, endosymbioza jest jednym z me- Brak Candidatus Ishikawaella capsulata u Megaco- chanizmów, które napędzają ewolucję. Symbiont pta punctatissima i M. cribraria przyczynia się do zapewnia gospodarzowi nowe możliwości fizjolo- zmiany tempa rozwoju, a ściślej jest związane ze giczne i umożliwia wykorzystanie nowej niszy śmiertelnością nimf (Hosokawa i in. 2007b). ekologicznej, dzięki dostarczaniu składników od- Riptortus pedestris dzięki obecności Burkholderia żywczych oraz zaangażowaniu w rozwój i morfo- ma ułatwiony wzrost oraz mechanizm regulacji opor- genezę. ności na insektycydy (Kikuchi i in. 2012; Futahashi i in. 2013). Podziękowania Zmienne pH w jelicie Nezara viridula nie ma Autorka pragnie podziękować Panu prof. Jerzemu Lisowi wpływu na obecność bakterii, a ich eliminacja z jelita, (Samodzielna Katedra Biosystematyki, Uniwersytet Opol- za pomocą antybiotyku (kanamycyny), nie wpływa na ski) oraz anonimowemu recenzentowi za cenne uwagi do czas rozwoju pokolenia nimf i nie powoduje śmierci, tekstu. ale redukcję wagi u osobników dorosłych (Hirose i in. 2006). Piśmiennictwo – References Dużą uwagę skupia się na możliwości używania Abe Y., Mishiro K., Takanashi M. 1995. Symbiont genetycznie modyfikowanych symbiontów owadzich of brown-winged green bug, Plautia stali Scott. Jpn. do produkcji opornych szczepów owadzich wektorów J. Appl. Entomol. Zool. 39 : 109–115. chorób (Hypsa i Dale 1997). Baines S. 1956. The role of the symbiotic bacteria in Charakterystyka mikroflory gatunków Heteropte- the nutrition of Rhodnius prolixus (Hemiptera). J. ra z rodzin Acanthosomatidae, Plataspidae, Pentato- Exp. Biol. 33 : 533–541. midae, Scutelleridae, Parastrachiidae, Alydidae i Pyrrhocoridae dowodzi o ich symbiotycznych związ- Beard C.B., Dotson E.M., Pennington P.M., Eichler kach z bakteriami jelita środkowego, które są po- S., Cordon-Rosales C., Durvasula R.V. 2001. wszechne w zwalczaniu fitopatogennych taksonów Bacterial symbiosis and paratransgenic control of pluskwiaków różnoskrzydłych (Kaiwa i in. 2011). vector-borne Chagas disease . Int. J. Parasitol. 31 : 621–627. Symbionty Acrosternum hilare i Murgantia histrio- nica odgrywają ważną rolę w ich rozwoju (Taylor i in. Boucias D.G., Garcia-Maruniak A., Cherry R., Lu 2014). Eksperymentalna eliminacja symbiontów Dys- H., Maruniak J.E., Lietze V.U. 2012. Detection dercus fasciatus i Pyrrhocoris apterus na drodze stery- and characterization of bacterial symbionts in the

Heteroptera Poloniae – Acta Faunistica, vol. 11: 23-36. Opole, 30 VI 2017 ISSN 2083-201X 31

Heteropteran, Blissus insularis . FEMS Microbiol. tion of two transovarially transmitted endosymbi- Ecol. 82 : 629–641. onts of the bedbug Cimex lectularius (Heteroptera: Cimicidae). Mol. Biol. 6: 301–304. Bourtzis K., Miller T.A. 2009. Insect Symbiosis, vol- ume three . CRC Press, Boca Raton, FL, USA: 97– Hypsa V., Dale C. 1997. In vitro culture and phyloge- 156. netic analysis of " Candidatus Arsenophonus tria- tominarum," an intracellular bacterium from the Brecher G., Wigglesworth V.B. 1944. The trans- triatomine bug, Triatoma infestans . Int. J. Syst. Bac- mission of Actinomyces rhodnii Erikson in Rhod- teriol. 47 : 1140–1144. nius prolixus Stål (Hemiptera) and its influence on the growth of the host. Parasitology 35 : 220–224. Kaiwa N., Hosokawa T., Kikuchi Y., Nikoh N., Meng X.Y., Kimura N., Ito M., Fukatsu T. 2010. Díaz S., Villavicencio B., Correia N., Costa J., Primary gut symbiont and secondary, Sodalis- Haag K.L. 2016. Triatomine bugs, their microbio- allied symbiont of the Scutellerid stinkbug Cantao ta and Trypanosoma cruzi : Asymmetric responses ocellatus . Appl. Environ. Microbiol. 76 : 3486–3494. of bacteria to an infected blood meal. Parasites & Vectors 9: 636: 1–11. Kaiwa N., Hosokawa T., Kikuchi Y., Nikoh N., Meng X.Y., Kimura N., Ito M., Fukatsu T. 2011. Douglas A.E. 1989. Mycetocyte symbiosis in insects. Bacterial symbionts of the giant jewel stinkbug Biol. Rev. Camb. Philos. Soc. 64 : 409–434. Eucorysses grandis (Hemiptera: Scutelleridae). Zo- Engel P., Moran N.A. 2013. The gut microbiota of olog. Sci. 28 :169–174. insects - diversity in structure and function. FEMS Kaltenpoth M., Winter S.A., Kleinhammer A. Microbiol. Rev. 37 : 699–735. 2009. Localization and transmission route of Cori- Fukatsu T., Hosokawa T. 2002. Capsule-Trans- obacterium glomerans , the endosymbiont of pyr- mitted Gut Symbiotic Bacterium of the Japanese rhocorid bugs. FEMS Microbiol. Ecol. 69 : 373–383. Common Plataspid Stinkbug, Megacopta punctatis- Kikuchi Y. 2009. Endosymbiotic Bacteria in Insects: sima . Appl. Environ. Microbiol. 68 : 389–396. Their Diversity and Culturability. Microbes Envi- Futahashi R., Tanaka K., Tanahashi M., Nikoh N., ron. 24 : 195–204. Kikuchi Y., Lee B.L., Fukatsu T. 2013. Gene ex- Kikuchi Y., Fukatsu T. 2003. Diversity of Wolbachia pression in gut symbiotic organ of stinkbug affect- Endosymbionts in Heteropteran Bugs. Appl. Envi- ed by extracellular bacterial symbiont. PLoS ONE ron. Microbiol. 69 : 6082–6090. 8(5): 1–13. Kikuchi Y., Fukatsu T. 2014. Live imaging of symbi- Hirose E., Panizzi A.R., De Douza J.T., Cattelan osis: spatiotemporal infection dynamics of a GFP- A.J., Aldrich J.R. 2006. Bacteria in the Gut of labelled Burkholderia symbiont in the bean bug Southern Green Stink Bug (Heteroptera: Penta- Riptortus pedestris . Mol. Ecol. 23 : 1445–1456. tomidae). Ann. Entomol. Soc. Am. 99 : 91–95. Kikuchi Y., Yumoto I. 2013. Efficient Colonization of Hosokawa T., Kikuchi Y., Meng X.Y., Fukatsu T. the Bean Bug Riptortus pedestris by an Environ- 2005. The making of symbiont capsule in the mentally Transmitted Burkholderia Symbiont. Appl. plataspid stinkbug Megacopta punctatissima . FEMS Environ. Microbiol. 79 : 2088–2091. Microbiol. Ecol. 54 : 471–477. Kikuchi Y., Hosokawa T., Fukatsu T. 2007. Insect- Hosokawa T., Kikuchi Y., Fukatsu T. 2007a. How microbe mutualism without vertical transmission: many symbionts are provided by mothers, ac- a stinkbug acquires a beneficial gut symbiont from quired by offspring, and needed for successful ver- the environment every generation. Appl. Environ. tical transmission in an obligate insect–bacterium Microbiol. 73 : 4308–4316. mutualism? Mol. Ecol. 16 : 5316–5325. Kikuchi Y., Hosokawa T., Fukatsu T. 2008. Diver- Hosokawa T., Kikuchi Y., Shimada M., Fukatsu T. sity of bacterial symbiosis in stinkbugs. [w:] Van 2007b. Obligate symbiont involved in pest status Dijk T. (red.). Microbial Ecology Research Trends . of host insect. Proc. Biol. Sci. 274 (1621): 1979– Nova Science Publishers, Hauppauge, NY, USA, 39– 1984. 63. Hosokawa T., Kikuchi Y., Nikoh N., Fukatsu T. Kikuchi Y., Hosokawa T., Fukatsu T. 2011. An 2012. Polyphyly of gut symbionts in stinkbugs of ancient but promiscuous host-symbiont associa- the family Cydnidae. Appl. Environ. Microbiol. 78 : tion between Burkholderia gut symbionts and 4758–4761. their heteropteran hosts. The ISME Journal 5: 446– Hypsa V., Aksoy S. 1997. Phylogenetic characteriza- 460.

Heteroptera Poloniae – Acta Faunistica, vol. 11: 23-36. Opole, 30 VI 2017 ISSN 2083-201X 32

Kikuchi Y., Meng X.Y., Fukatsu T. 2005. Gut symbi- bionts in lygaeid stinkbugs. The ISME Journal 6: otic bacteria of the Genus Burkholderia in the 397–409. broad-headed bugs Riptortus clavatus and Lepto- Moran N.A., McCutcheon J.P., Nakabachi A. 2008. corisa chinensis (Heteroptera: Alydidae). Appl. Envi- Genomics and evolution of heritable bacterial sym- ron. Microbiol. 71 : 4035–4043. bionts. Annu. Rev. Genet. 42 : 165–190. Kikuchi Y., Hayatsu M., Hosokawa T., Nagayama Prado S.S., Almeida R.P. 2009. Role of symbiotic gut A., Tago K., Fukatsu T. 2012. Symbiont– bacteria in the development of Acrosternum hilare mediated insecticide resistance. PNAS 109 (22): and Murgantia histrionica . Entomol. Exp. Appl. 132 : 8618–8622. 21–29. Kikuchi Y., Hosokawa T., Nikoh N., Meng X.Y., Prado S.S., Rubinoff D., Almeida R.P.P. 2006. Verti- Kamagata Y., Fukatsu T. 2009. Host-symbiont cal transmission of a pentatomid caeca-associated co-speciation and reductive genome evolution in symbiont. Ann. Entomol. Soc. Am. 99 : 577–585. gut symbiotic bacteria of acanthosomatid stink- bugs. BMC Biol. 7:2: 1–22. Salem H., Kreutzer E., Sudakaran S., Kaltenpoth M. 2013. Actinobacteria as essential symbionts in Kim J.K., Lee B.L. 2015. Symbiotic factors in firebugs and cotton stainers (Hemiptera, Pyr- Burkholderia essential for establishing an associa- rhocoridae). Environ. Microbiol. 15 : 1956–1968. tion with the bean bug, Riptortus pedestris . Arch. Insect Biochem. Physiol. 88 : 4–17. Schorr H. 1957. Zur Verhaltensbiologie und Symbiose von Brachypelta aterrima Först (Cynidae, Heterop- Kukla M., Piotrowska-Seget Z. 2011. Symbioza tera). Z. Morph. u. Ökol. Tiere 45 : 561–602. owady-bakterie. Kosmos Problemy Nauk Biolog- icznych 3–4 (292–293): 389–399. Sudakaran S., Salem H., Kost C., Kaltenpoth M. 2012. Geographical and ecological stability of the Küchler S.M., Dettner K., Kehl S. 2010. Molecular symbiotic mid-gut microbiota in European fire- characterization and localization of the obligate bugs, Pyrrhocoris apterus (Hemiptera, Pyrrhocori- endosymbiotic bacterium in the birch catkin bug dae). Mol. Ecol. 21 : 6134–6151. Kleidocerys resedae (Heteroptera: Lygaeidae, Ischnorhynchinae). FEMS Microbiol. Ecol. 73 : 408– Tada A., Kikuchi Y., Hosokawa T., Musolin D.L., 418. Fujisaki K., Fukatsu T. 2011. Obligate associa- tion with gut bacterial symbiont in Japanese popu- Küchler S.M., Dettner K., Kehl S. 2011. Characteri- lations of the southern green stinkbug Nezara zation of an Obligate Intracellular Bacterium in the viridula (Heteroptera: Pentatomidae). Appl. Ento- Midgut Epithelium of the Bulrush Bug Chilacis mol. Zool. 46 : 483–488. typhae (Heteroptera, Lygaeidae, Artheneinae). Appl. Environ. Microbiol. 77 : 2869–2876. Taylor C.M., Coffey P.L., DeLay B.D., Dively G.P. 2014. The Importance of Gut Symbionts in the De- Küchler S.M., Renz P., Dettner K., Kehl S. 2012. velopment of the Brown Marmorated Stink Bug, Diversity of Symbiotic Organs and Bacterial Endo- Halyomorpha halys (Stål). PLoS One 9 (3): 1–9. symbionts of Lygaeoid Bugs of the Families Blissi- dae and Lygaeidae (Hemiptera: Heteroptera: Weirauch C., Schuh R.T. 2011. Systematics and evo- Lygaeoidea). Appl. Environ. Microbiol. 78 : 2648– lution of Heteroptera: 25 years of progress. Annu. 2659. Rev. Entomol. 56 : 487–510. Matsuura Y., Kikuchi Y., Hosokawa T., Koga R., Meng X.Y., Kamagata Y., Nikoh N., Fukatsu T. This work is licensed under a Creative Commons 2012. Evolution of symbiotic organs and endosym- Attribution 4.0 International License http://creativecommons.org/licenses/by/4.0/

Heteroptera Poloniae – Acta Faunistica, vol. 11: 23-36. Opole, 30 VI 2017 ISSN 2083-201X 33

SUMMARY

Bacterial endosymbiosis occurring in insects of the suborder Heteroptera (Insecta: Hemiptera) and their significan- ce

Among the broad diversity of symbiotic relationships, the most consistent forms are endosymbioses, and among them bacte- rial endosymbioses, which appear primarily in phytophags and haematophags because their diet is low in nutrients, which they may obtain thanks to symbionts. Micro-organisms remaining in symbiosis with Heteroptera are usually intracellular and in numerous cases difficult or impossible to grow in artificial cultures. They are highly specific to their host and can be passed on from generation to generation due to a special transmission mechanism. Symbiotic bacteria of Heteroptera are to be found primarily in individuals of two infraorders – Cimicomorpha and Pentatomomorpha, and also in numerous other taxonomic groups of herbivorous Heteroptera, e.g. in Acanthosomatidae, Plataspidae, Pentatomidae, Alydidae and Pyr- rhocoridae. Species inhabiting Reduviidae and Cimicidae (both representing the infraorder Cimicomorpha) colonise bacte- riome or mycetome. On the other hand, in Pentatomomorpha symbionts usually colonise digestive tracts. Insect endosymbi- onts that have been identified to date vary with regard to phylogenetic placement, host tissue tropism, dependence on the host and the degree of their influence on the host’s fitness. Many insect symbionts belong to Proteobacteria, and also to Bac- teroides, Chlamydiae and Firmicutes. Bacterial endosymbionts of Heteroptera, together with their characteristic features, were listed by being grouped on the basis of the family of the host, whose organism they colonise.

Tabela 1. Endosymbionty bakteryjne Heteroptera [Table. 1 . Bacterial endosymbionts of Heteroptera ]

Infrarząd: Nadrodzina: Gatunek gospodarza Endosymbionty Źródło Rodzina Host species Endosymbionts Source Infraorder: Superfamily: Family Cimicomorpha: Cimicoidea Cimicidae Cimex lectularius Wolbachia sp. (Hypsa i Aksoy 1997)

Cimicomorpha: Miroidea Miridae Charagochilus angusticollis Wolbachia sp. (Kikuchi i Fukatsu 2003)

Cimicomorpha: Reduvioidea Reduviidae Rhodnius prolixus Rhodococcus rhodnii (Brecher i Wigglesworth 1944; Baines 1956; Kiku- chi i in. 2008; Kikuchi 2009; Engel i Moran 2013) Pectobacterium sp. (Díaz i in. 2016) Arsenophonous sp. (Bourtzis i Miller 2009; Díaz i in. 2016) Panstrongylus megistus Arsenophonous sp. (Bourtzis i Miller 2009; Díaz i in. 2016) Pectobacterium sp. (Díaz i in. 2016) Triatoma brasiliensis Arsenophonous sp. (Bourtzis i Miller 2009; Díaz i in. 2016) Triatoma infestans Arsenophonous sp. (Bourtzis i Miller 2009; Díaz i in. 2016) γ-Proteobacteria (Hypsa i Dale 1997) Triatoma juazeirensis Arsenophonous sp. (Bourtzis i Miller 2009; Díaz i in. 2016) Triatoma sherlocki Arsenophonous sp. (Bourtzis i Miller 2009; Díaz i in. 2016) Dipetalogaster maxima Pectobacterium sp. (Díaz i in. 2016) różne gatunki/various Corynebacteriales ( Rhodococ- (Díaz i in. 2016) species cus , Dietzia i Corynebacte- rium )

Heteroptera Poloniae – Acta Faunistica, vol. 11: 23-36. Opole, 30 VI 2017 ISSN 2083-201X 34

Pentatomomorpha: Coreoidea Alydidae Riptortus pedestris Burkholderia sp. (Kikuchi i in. 2005; Kikuchi 2009; Kikuchi i in. 2012; Futahashi i in. 2013; Kiku- chi i Yumoto 2013; Engel i Moran 2013; Kikuchi i Fukatsu 2014; Kim i Lee 2015) Riptortus clavatus Burkholderia sp. (Kikuchi i in. 2007; Kikuchi i in. 2008) Leptocorisa chinensis Burkholderia sp. (Kikuchi i in. 2005; Kikuchi i in. 2011) Leptocorisa acuta Burkholderia sp. (Kikuchi i in. 2011) Leptocoris oratoria Burkholderia sp. (Kikuchi i in. 2011) Megalotomus costalis Burkholderia sp. (Kikuchi i in. 2011) Daclera levana Burkholderia sp. (Kikuchi i in. 2011) Paraplesius unicolor Burkholderia sp. (Kikuchi i in. 2011) Coreidae Cletus punctiger Wolbachia sp. (Kikuchi i Fukatsu 2003)

Burkholderia sp. Cletus trigonus Wolbachia sp. (Kikuchi i Fukatsu 2003) Burkholderia sp. (Kikuchi i in. 2011) Cletus rusticus Burkholderia sp. (Kikuchi i in. 2011) Molipteryx fuliginosa Burkholderia sp. (Kikuchi i in. 2011) Acanthocoris sordidus Burkholderia sp. (Kikuchi i in. 2011) Anacanthocoris striicornis Burkholderia sp. (Kikuchi i in. 2011) Leptoglossus australis Burkholderia sp. (Kikuchi i in. 2011) Dasynus coccocinctus Burkholderia sp. (Kikuchi i in. 2011) Notobitus meleagris Burkholderia sp. (Kikuchi i in. 2011) Hygia opaca Burkholderia sp. (Kikuchi i in. 2011) Hygia lativentris Burkholderia sp. (Kikuchi i in. 2011) Homoeocerus dilatatus Burkholderia sp. (Kikuchi i in. 2011) Homoeocerus unipunctatus Burkholderia sp. (Kikuchi i in. 2011) Homoeocerus marginiventris Burkholderia sp. (Kikuchi i in. 2011) Paradasynus spinosus Burkholderia sp. (Kikuchi i in. 2011) Plinachtus bicoloripes Burkholderia sp. (Kikuchi i in. 2011) Plinachtus basalis Burkholderia sp. (Kikuchi i in. 2011)

Pentatomomorpha: Lygaeoidea Artheneidae Chilacis typhae γ-Proteobacteria – Candidatus (Küchler i in. 2011) Rohrkolberia cinguli Berytidae Metatropis rufescens Burkholderia sp. (Kikuchi i in. 2011) Yemma exilis Burkholderia sp. (Kikuchi i in. 2011) Blissidae Blissus insularis Burkholderia sp. (Boucias i in. 2012) Dimorphopterus pallipes Burkholderia sp. (Kikuchi i in. 2011) Cavelerius saccharivorus Burkholderia sp. (Kikuchi i in. 2011) Ischnodemus sabuleti γ-Proteobacteria (Küchler i in. 2012)

Heteroptera Poloniae – Acta Faunistica, vol. 11: 23-36. Opole, 30 VI 2017 ISSN 2083-201X 35

Lygaeidae Kleidocerys resedae γ-Proteobacteria – Candidatus (Küchler i in. 2010) Kleidoceria schneideri Nysius sp. γ-Proteobacteria – Candidatus (Matsuura i in. 2012) Schneideria nysicola Arocatus longiceps γ-Proteobacteria (Küchler i in. 2012)

Belonochilus numenius γ-Proteobacteria (Küchler i in. 2012)

Orsillus depressus γ-Proteobacteria (Küchler i in. 2012) Ortholomus punctipennis γ-Proteobacteria (Küchler i in. 2012) Acrosternum hilare niezidentyfikowane/ unidenti- (Prado i Almeida 2009) fied Murgantia histrionica niezidentyfikowane/ unidenti- (Prado i Almeida 2009) fied Pachygronthidae Pachygrontha antennata Burkholderia sp. (Kikuchi i in. 2011) Rhyparochromidae Pachybrachius luridus Burkholderia sp. (Kikuchi i in. 2011) Paromius exiguus Burkholderia sp. (Kikuchi i in. 2011) Togo hemipterus Burkholderia sp. (Kikuchi i in. 2011) Paraeucosmetus pallicor- Burkholderia sp. (Kikuchi i in. 2011) nis Horridipamera inconspic- Burkholderia sp. (Kikuchi i in. 2011) ua Horridipamera nietneri Burkholderia sp. (Kikuchi i in. 2011) Panaorus japonicus Burkholderia sp. (Kikuchi i in. 2011) Panaorus albomaculatus Burkholderia sp. (Kikuchi i in. 2011) Metochus abbreviatus Burkholderia sp. (Kikuchi i in. 2011) Neolethaeus dallasi Burkholderia sp. (Kikuchi i in. 2011) Lethaeus assamensis Burkholderia sp. (Kikuchi i in. 2011)

Pentatomomorpha: Pentatomoidea Acanthosomatidae różne gatunki/various γ-Proteobacteria – Candidatus (Kikuchi 2009) species Ishikawaella capsulata

Rosenkranzia clausaccus (Kikuchi 2009) Elasmostethus humeralis Buchnera , Wigglesworthia , (Kikuchi i in. 2009) Blochmannia , Baumannia Elasmostethus nubilus Buchnera , Wigglesworthia , (Kikuchi i in. 2009) Blochmannia , Baumannia Elasmucha putoni Wolbachia sp. (Kikuchi i Fukatsu 2003) Elasmucha amurensis Wolbachia sp. (Kikuchi i Fukatsu 2003) Cydnidae Schiodtella japonica γ-Proteobacteria (Hosokawa i in. 2012)

Adomerus triguttulus γ-Proteobacteria (Hosokawa i in. 2012) Adomerus variegatus γ-Proteobacteria (Hosokawa i in. 2012)

Adomerus rotundus γ-Proteobacteria (Hosokawa i in. 2012)

Canthophorus niveimar- γ-Proteobacteria (Hosokawa i in. 2012)

ginatus Adrisa magna γ-Proteobacteria (Hosokawa i in. 2012) Macroscytus japonensis γ-Proteobacteria (Hosokawa i in. 2012) Cydnus aterrimus niezidentyfikowane/ (Schorr 1957) unidentified

Heteroptera Poloniae – Acta Faunistica, vol. 11: 23-36. Opole, 30 VI 2017 ISSN 2083-201X 36

Pentatomidae Plautia stali laseczkopodobne mikroorgani- (Abe i in. 1995) zmy o dużej długości/ microor- ganisms of large length Nezara viridula Klebsiella pneumoniae , Entero- (Hirose i in. 2006) coccus faecalis, Pantoea sp. γ-Proteobacteria (Kikuchi i in. 2008; Tada i in. 2011) Wolbachia sp. (Kikuchi i in. 2008) Halyomorpha halys niezidentyfikowane (Prado i Almeida 2009) Acrosternum hilare niezidentyfikowane (Prado i Almeida 2009) Murgantia histrionica niezidentyfikowane (Prado i Almeida 2009) Plataspidae różne gatunki/various γ-Proteobacteria – Candidatus (Kikuchi 2009) species Ishikawaella capsulata Rosenkranzia clausaccus (Kikuchi 2009) Megacopta punctatissima γ-Proteobacteria – Candidatus (Hosokawa i in. 2007; Ishikawaella capsulata Kikuchi i in. 2008; Kikuchi 2009; Engel i Moran 2013) Wolbachia sp. (Kikuchi i Fukatsu 2003) Megacopta cribraria γ-Proteobacteria – Candidatus (Hosokawa i in. 2007; Ishikawaella capsulata Kikuchi i in. 2008; Kikuchi 2009; Engel i Moran 2013) Wolbachia sp. (Kikuchi i Fukatsu 2003) różne gatunki/various Buchnera sp. (Kikuchi i in. 2009) species Coptosoma scutellatum nie- (Fukatsu i Hosokawa zidentyfikowane/unidentified 2002) Scutelleridae Cantao ocellatus γ-Proteobacteria podobne do (Kaiwa i in. 2010) Sodalis glossinidius/ γ- Proteobacteria similar to Soda- lis glossinidius Eucorysses grandis γ-Proteobacteria (Kaiwa i in. 2011)

Pentatomomorpha: Pyrrhocoroidea Pyrrhocoridae Pyrrhocoris apterus Coriobacterium glomerans (Kaltenpoth i in. 2009) Gordonibacter sp. (Sudakaran i in. 2012; Salem i in. 2013) Firmicutes (Clostridium sp., (Sudakaran i in. 2012; Lactococcus sp.) Salem i in. 2013) Proteobacteria (Klebsiella sp., (Sudakaran i in. 2012; Rickettsia ) Salem i in. 2013) Dysdercus fasciatus Actinobacteria (Kaltenpoth i in. 2009) Gordonibacter sp. (Sudakaran i in. 2012; Salem i in. 2013) Firmicutes (Clostridium sp., (Sudakaran i in. 2012; Lactococcus sp.) Salem i in. 2013) Proteobacteria (Klebsiella sp., (Sudakaran i in. 2012; Rickettsia ) Salem i in. 2013)

Heteroptera Poloniae – Acta Faunistica, vol. 11: 23-36. Opole, 30 VI 2017 ISSN 2083-201X