Diagnostics De La Maladie De Newcastle Dans Le District D’Ambatolampy Par La Technique Elisa Et L’Autopsie

UNIVERSITE D’ANTANANARIVO

FACULTE DES SCIENCES

DOMAINE : SCIENCES ET TECHNOLOGIE

MENTION : BIOCHIMIE FONDAMENTALE ET APPLIQUEE

PARCOURS : BIOCHIMIE, BIODIVERSITE ET SANTE

Mémoire pour l’obtention du Diplôme de MASTER

DIAGNOSTICS DE LA MALADIE DE NEWCASTLE DANS LE DISTRICT D’AMBATOLAMPY PAR LA TECHNIQUE ELISA ET L’AUTOPSIE

Présenté le 17 juin 2021 Par RAZAFIARIMANANA Micheline Titulaire de Licence en Biochimie et Biologie Moléculaire

Devant le jury composé de : Présidente : Docteur RAZAFIARIMANGA Zara Rapporteurs : Professeur RANDRIANARIVO Ranjàna : Docteur RANDRIAMPARANY Tantely Examinateurs : Docteur RAMAROSON Roseline : Docteur RANDRIAMAMPIANINA Lovarintsoa Judicaël

DEDICACE

Je dédie ce mémoire :

A mes chers parents, ma mère et mon père, pour leurs aides financières et leurs encouragements. Vous n’avez jamais cessé de me soutenir pendant toutes ces longues années d’étude.

A mes sœurs et mes frères.

A toute ma famille et à tous mes amis.

Vos prières, votre aide et vos soutiens durant la réalisation de ce mémoire sont très importants pour moi. Que Dieu vous récompense tous ce que vous avez faits pour moi.

REMERCIEMENTS

Mes premiers remerciements s’adressent au Seigneur Tout Puissant qui m’a donné la vie, la force, la santé et le courage pour la réalisation de ce mémoire.

Ensuite, je voudrais adresser mes sincères remerciements :

- A Monsieur le Docteur RABENARIVAHINY René Directeur du Laboratoire National du Diagnostic Vétérinaire (LNDV), de m’avoir autorisé à réaliser mon stage au sein de son Laboratoire.

- A Madame le Docteur RAZAFIARIMANGA Zara, d’avoir accepté de présider ce mémoire malgré ses innombrables occupations.

- A Madame le Docteur RAMAROSON Roseline et Monsieur le Docteur RANDRIAMAMPIANINA Lovarintsoa Judicaël, d’avoir accepté d’évaluer ce travail malgré leurs multiples obligations.

- A Monsieur le Professeur RANDRIANARIVO Ranjàna et Monsieur le Docteur RANDRIAMPARANY Tantely de m’avoir accepté d’être rapporteur de ce mémoire. Vos aides, vos critiques constructives m’ont été très précieuses dans l’amélioration de ce travail.

- A Madame RAVAOMANANA Fleurette et à tous les personnels du Laboratoire National du Diagnostic Vétérinaire à Anosimasina Itaosy, pour leurs conseils et leur collaboration.

- A tous les amis, parents et famille pour leurs soutiens moral et leurs aides durant mes années d’étude.

- A tous ceux qui, de près ou de loin, ont participé à la réalisation de ce mémoire.

TABLE DES MATIERES

DEDICACE ...... i

REMERCIEMENTS ...... ii

TABLE DES MATIERES ...... iii

GLOSSAIRE ...... vi

LISTES DES ABREVIATIONS ...... vii

LISTES DES ANNEXES ...... ix

LISTE DES FIGURES ...... x

LISTE DES TABLEAUX ...... xi

INTRODUCTION ...... 1

PREMIERE PARTIE ...... 3

I. SYNTHESE BIBLIOGRAPHIQUE ...... 3

I.1. AVICULTURE A MADAGASCAR ...... 3

I.1.1. Types d’aviculture existant à Madagascar ...... 3 I.1.1.1. Aviculture traditionnelle ou villageoise ...... 3 I.1.1.2. Aviculture moderne ou commerciale ...... 5

I.2. MALADIE DE NEWCASTLE ...... 6

I.2.1. Historique ...... 6 I.2.2. Définition, synonymie et étiologie ...... 7 I.2.3. Espèces touchées ...... 8 I.2.4. Répartition géographique ...... 8 I.2.5. Mode de transmission ...... 8 I.2.6. Signes cliniques ...... 10 I.2.7. Lésions à l’autopsie ...... 11 I.2.8. Immunologie aviaire ...... 11 I.2.9. Diagnostic de la maladie de Newcastle ...... 12

I.2.10. Prophylaxie sanitaire et médicale ...... 13

I.3. VIRUS RESPONSABLE DE LA MALADIE DE NEWCASTLE ...... 14

iii

I.3.1. Morphologie et structure ...... 14 I.3.2. Classification et pathogénicité ...... 15 I.3.3. Cycle de multiplication virale de la maladie de Newcastle ...... 16 DEUXIEME PARTIE ...... 18

I. MATERIELS ET METHODES ...... 18

I.1. SITE D’ETUDE ...... 18

I.2. LABORATOIRE D’ETUDE ...... 18

I.3. COLLECTE DES DONNEES ...... 19

I.4. TYPE ET PERIODE D’ETUDE ...... 19

I.5. POPULATION D’ETUDE ...... 19 I.6. MATERIELS BIOLOGIQUES ...... 19

I.7.METHODES UTILISEES POUR LE DIAGNOSTIC DE LA MALADIE DE NEWCASTLE ...... 19

I.7.1. Autopsie de poulet ...... 19

I.7.1.1. Objectif de l’autopsie ...... 19 I.7.1.2. Matériels nécessaires à l’autopsie ...... 20 I.7.1.3. Etapes et principe d’autopsie ...... 20 I.7.1.3.1. Examen externe de l’animal ...... 20 I.7.1.3.2. Euthanasie de l’animal...... 20 I.7.1.3.2. Examen interne de l’animal ...... 20 I.7.1.4. Mode opératoire ...... 20 I.7.1.5. Limite de la technique autopsie ...... 22 I.7.2. Examens sérologiques par la technique ELISA indirect ...... 22 I.7.2.1. Principe de la technique ELISA indirect ...... 22 I.7.2.2. Réactifs et matériels utilisés ...... 23 I.7.2.1.1. Réactifs ...... 23 I.7.2.1.2. Matériels ...... 24 I.7.2.3. Etapes de la technique ELISA indirect ...... 24 I.7.2.4. Prélèvement sanguin ...... 25 I.7.2.5. Mode opératoire ...... 26 I.7.2.6. Critère de validation du test ...... 27

I.7.2.7. Calcul du titre d’anticorps ...... 27 I.7.2.8. Interprétation des résultats de l’ELISA ...... 27 TROISIEME PARTIE ...... 28 I. RESULTATS ET INTERPRETATION ...... 28 I.1. RESULTATS DE LA COLLECTE DE DONNEES ...... 28 I.1.1. La pratique de la vaccination ...... 28 I.1.1.1. Pourcentage de propriétaires concernés par la vaccination ...... 28 I.1.1.2. Pourcentage de vaccination dans chaque quartier ...... 29 I.1.1.3. Pourcentage de vaccination chez les Gallinacées et les Palmipèdes ...... 30

I.2. RESULTATS DE L’AUTOPSIE ...... 31

I.2.1. Résultats de l’examen externe ...... 31

I.2.2. Résultats de l’examen interne ...... 32

I.3. RESULTATS DU TEST ELISA ...... 34

I.3.1. Résultats sérologiques dans chaque quartier ...... 34

I.3.2. Résultats sérologiques selon la vaccination ...... 35 I.3.3. Résultats sérologiques selon les familles ...... 36 I.3.3. Séroprévalence de la maladie de Newcastle dans le district d’Ambatolampy ...... 37 DISCUSSION ...... 38 CONCLUSION ET PERSPECTIVES ...... 41 REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES ET WEBOGRAPHIQUES ...... 42 ANNEXES ...... I

GLOSSAIRE Abreuvoir : lieu où l’on mène les animaux pour les faire boire. Aviculture : élevage des volailles. Cheptel : désigne un groupe d’animaux d’une espèce donnée, élevés ensemble sous le contrôle de l’Homme. Conjonctivite : inflammation de la conjonctive des yeux provoquée par un virus (conjonctivite virale), une bactérie (conjonctivite bactérienne), une allergie (conjonctivite allergique), ou encore une irritation. Epizootie : maladie frappant, dans une région plus ou moins vaste, une espèce animale ou un groupe d’espèces dans son ensemble. Foyer : désigne l’apparition d’un ou plusieurs cas au sein d’un même endroit. Hémagglutination : agglutination des hématies. Immunité : ensemble de mécanismes de défense d’un organisme vivant contre les agents étrangèrs. Lentogène : qualifie un virus de basse virulence. Panzootie : contagion d’une maladie qui s’étend à la quasi-totalité d’une population animale d’un ou plusieurs continent(s), voire dans certains cas de la planète. Pathognomique : ensemble de symptômes et lésions caractéristiques d’une maladie. Pathotype : ensemble de microorganismes quelques fois très éloignés les uns des autres (n’appartenant pas à la même classification) mais possédant la capacité d’être à l’origine de la même maladie. Pétéchie : variété d’hémorragie cutanée caractérisée par de petite tache rouge violacée dont les dimensions varient d’une tête d’épingle à une lentille. Torticolis : signe clinique des maladies aviaires montré par une tête mobile. Tuile : élément de construction utilisé comme pièce de couverture de bâtiment. Virémie : présence de virus dans le sang. Virose : maladie causée par un virus. Virulence : capacité d’un agent pathogène à se multiplier dans un organisme. Zoonose : maladie animale transmissible à l’Homme.

LISTE DES SIGLES ET ABREVIATIONS

Ag – Ac : Antigène – Anticorps

Ag : Antigène

ANSES : Agence National de Sécurité Alimentaire

APMV-1 : Paramyxovirus aviaire de type 1

ARN : Acide Ribonucléique

CMH : Complexe Majeur d’Histocompatibilité

CN : Contrôle Négatif

CP : Contrôle Positif

DO : Densité Optique

ED : Eau Distillée

E/P : Echantillon / Positif

E : Enzyme

ELISA : Enzyme Linked Immuno sorbent Assay

F : Protéine de fusion

FAO : Food and Agricultural Organisation ou Organisation des Nations Unies pour l’alimentation et l’agriculture.

HB1 : Hicthner B1

HN : Hémagglutinine Neuraminidase

HRP : Hors Radis Peroxydase

IgY : Immunoglobuline Y

IgM : Immunoglobuline M

IHA : Inhibition de l’Hémagglutinine

KDa : Kilo- Daltons

L : Protéine large ou polymérase

LNDV : Laboratoire National de Diagnostic Vétérinaire

vii

Log : Logarithme

M : Protéine de la matrice

MN : Maladie de Newcastle

ND : Newcastle Disease

NDV: Newcastle Disease Virus

NDVNP : Newcastle Disease Virus Nucleoprotein

OIE : Office International des Epizooties (Organisation mondiale de la santé animale)

P : Phosphoproteine

PCR : Polymerase Chain Reaction

R T : Reverse Transcriptase

TMB : Tétraméthyl Benzidine

VMN : Virus de la Maladie de Newcastle

viii

LISTE DES ANNEXES

Annexe 1 : Fiche de prélèvement ...... I

Annexe 2 : Fiche d’autopsie ...... II

Annexe 3 : Eléments constitutifs du kit ELISA indirect ...... III

Annexe 4 : Matériels utilisés pour le test ELISA ...... VI

Annexe 5 : Plaque de préparation des échantillons et plan de plaque ...... V

LISTE DES FIGURES

Figure 1 : Aviculture traditionnelle ...... 4 Figure 2 : Elevage moderne ...... 5 Figure 3 : Cycle de transmission de la maladie de Newcastle ...... 9 Figure 4 : (a) Signe respiratoire, (b) Signe nerveux, (c) et (d) Signe digestif, (e) Autre signe clinique ...... 10 Figure 5 : Organes de l’immunité chez les oiseaux ...... 11 Figure 6 : Structure schématique du génome de l’APMV-1 ...... 15 Figure 7 : Virus de la maladie de Newcastle : (a) Vue au microscope électronique avec coloration négative ; (b) Structure schématique d’un Avulavirus ...... 15 Figure 8 : Cycle de multiplication du virus de la maladie de Newcastle ...... 17 Figure 9 : Carte du district d’Ambatolampy ...... 18 Figure 10 : (a) Euthanasie de l’animal par saignée ; (b) Disposition de l’animal sur le dos et incision ; (c) Ouverture de la cavité thoraco-abdominale ; (d) Examen des organes ; (e) Examen du tube digestif ...... 21 Figure 11 : Principe de la technique ELISA indirect ...... 23 Figure 12 : Dégradation du substrat TMB par l’enzyme peroxydase ...... 23 Figure 13 : Prélèvement sanguin au niveau de la veine alaire chez les poulets ...... 26 Figure 14 : Sang après centrifugation ...... 25 Figure 15 : Représentation graphique du pourcentage des volailles par espèces ...... 28 Figure 16 : (a) Poulet normal ; (b) Poulet malade ...... 31 Figure 17 : (a) Aspect normal du gésier ; (b) Pétéchies sous la cuticule du gésier ; (c) Aspect normal de l’intestin ; (d) Pétéchies hémorragiques au niveau de l’intestin ...... 32 Figure 18 : (a) Cœur normal ; (b) Lésions hémorragiques cardiaques ...... 33 Figure 19 : (a) Aspect normal de la trachée ; (b) hémorragies trachéales ...... 33 Figure 20 : (a) Aspect normal des grappes ovariennes ; (b) ovaire congestionné ...... 34 Figure 21 : Séroprévalence chez les Gallinacées et chez les Palmipèdes ...... 36 Figure 22 : Séroprévalence de la maladie de Newcastle dans le district d’Ambatolampy ...... 37

LISTE DES TABLEAUX

Tableau 1 : Effectif des volailles à Madagascar ...... 3

Tableau 2 : Différences entre l’aviculture de type villageois et de type commercial ...... 6

Tableau 3 : Effectif des aviculteurs et leurs pourcentages ...... 29

Tableau 4 : Effectif et pourcentage des volailles vaccinées ...... 30

Tableau 5 : Pourcentage de vaccination chez les Gallinacées et chez les Palmipèdes ...... 31

Tableau 6 : Tableau récapitulatif des lésions rencontrées ...... 34

Tableau 7 : Résultats sérologiques dans chaque quartier ...... 35

Tableau 8 : Résultats sérologiques pour les volailles vaccinées et non vaccinées ...... 36

INTRODUCTION

L’aviculture est l’une des activités de la population dans les pays en voie de développement (Alders et Spradbrow, 2000). Pour les fermiers, cette activité représente un moyen d’épargne et procure une source de revenu aux populations (Sonaiya et Swan, 2004). A Madagascar il existe deux types d’aviculture : l’aviculture villageoise (ou traditionnelle), qui tient une place importante dans l’élevage avicole, et est caractérisée de plusieurs espèces d’oiseaux domestiques, en particulier les gallinacées (poule et dinde) et les palmipèdes (oies et canards) et l’aviculture commerciale (ou moderne) généralement constituée par des poules pondeuses et des poulets de chair (Ramzi, 2014 ; Maminiaina, 2011).

Toutefois, cette activité est limitée par les différentes maladies virales (dont la principale est la maladie de Newcastle) ou bactériennes, les prédateurs et les vols (Alexander, 1991 ; Spradbrow, 1988 ; Young et al., 2012). La maladie de Newcastle est considérée comme une des plus importantes maladies de volailles au monde (Huart et al., 2004). A Madagascar, elle constitue un taux de mortalité aviaire de 43,3% avec une séroprévalence de 100% principalement chez les volailles non vaccinées (Maminiaina et al., 2007).

La maladie de Newcastle (MN) est une maladie infectieuse, très contagieuse qui affecte les oiseaux domestiques principalement les gallinacées et entraine des signes cliniques variables selon l’espèce hôte et la virulence de la souche (Ganière, 2008 ; Young et al., 2012). Elle a été découverte en Indonésie en 1926 mais elle a tiré son nom de la ville Newcastle-on- Tyne en Angleterre (Kraneveld, 1926). Depuis son apparition à Newcastle, cette maladie s'est très vite répandue dans différentes régions d’Asie, d’Afrique, et d’Amérique du Sud (Nouratou, 1980).

A Madagascar, la première apparition de cette maladie a été observée dans la province de Tamatave en 1946 et elle s’est disséminée à Antananarivo et Ambatolampy en décembre 1946 (Rajaonarison, 1991). Pour les aviculteurs, cette maladie entraine une perte économique importante et constitue un obstacle majeur au développement de l’aviculture (Parent et al., 1989).

En effet, la présente étude a pour objectif principal de diagnostiquer la MN dans le district d’Ambatolampy. Pour atteindre cet objectif principal, les objectifs spécifiques suivants ont été visés :

 La connaissance de la prévalence de cette maladie et les espèces les plus touchées en réalisant les activités correspondantes :

- la collecte de données concernant les volailles (espèce, vaccination) ; - les prélèvements sanguins sur les poulets gasy, les canards communs, les dindes et les oies ; - les diagnostics de la maladie par la technique ELISA (Enzyme Linked Immunosorbent Assay) et l’autopsie.  La connaissance du taux de vaccination.

Les questions qui se posent sont : les aviculteurs dans ce district vaccinent-t-ils leurs volailles face à l’existence de la MN ? Et le vaccin contre cette maladie protège- t-il vraiment les volailles ?

Au cours de cette étude, l’hypothèse suivante a été posée : existe-t-il une relation entre la séroprévalence et l’espèce touchée ?

Le manuscrit se divise en trois parties : la première partie présentera la synthèse bibliographique, la deuxième traitera des matériels et méthodes et la troisième partie sera consacrée aux résultats et discussion, suivie de la conclusion et des perspectives.

PREMIERE PARTIE : SYNTHESE BIBLIOGRAPHIQUE

I. SYNTHESE BIBLIOGRAPHIQUE

I.1. L’AVICULTURE A MADAGASCAR

A Madagascar, le cheptel aviaire est estimé actuellement à 40 millions de têtes (FAO, 2014). Les 95% appartiennent à des espèces locales et sont élevés suivant un système extensif (aviculture villageoise) et les 5 % font partie des poulets de chairs et des poules pondeuses et sont élevés suivant un système moderne (aviculture commerciale ou améliorée) (Océan consultant, 2004). L’aviculture occupe une place importante dans l’alimentation humaine. (Chazara, 2010). Du point de vue économique, elle constitue une source de travail et de revenus aux éleveurs, aux commerçants et aux collecteurs (Navalona, 2014).

L’élevage de poulets gasy (race locale de Gallus gallus) est le plus évolué partout. Cette race est appréciée pour sa chair et ses œufs. L’élevage de cette race est donc le plus pratiqué par rapport aux autres espèces (tableau 1) (Ramzi, 2014 ; FAO STAT, 2010).

Tableau 1 : Effectif des volailles à Madagascar en 2010 (Source : FAO STAT, 2010).

Espèces Effectifs (têtes) Pourcentage %

Poulets 26 500 000 74

Canards 4 200 000 12

Oies et Pintades 3 000 000 8

Dindes 2 200 000 6

Total 35 900 000 100

II.1.1. Types d’aviculture existant à Madagascar

A Madagascar, les volailles sont élevées suivant deux systèmes d’élevage différents qui sont : l’élevage traditionnel ou villageois où les volailles sont en liberté et leur complément alimentaire est constitué par des restes de cuisine domestique et l’élevage moderne ou amélioré ou encore élevage de type commercial (caractérisé par des bâtiments modernes et la mise à la disposition des volailles d’un aliment complet) (Ratefiarisoa, 2002).

I.1.1.1. L’aviculture traditionnelle ou villageoise

A Madagascar, l’aviculture traditionnelle est la plus pratiquée en milieu rural (Tadelle, 2003). Elle occupe une place importante dans l’élevage avicole car elle représente

95% du cheptel national d’oiseaux domestiques mais n’apporte pas beaucoup de revenus car le nombre de volailles exploitées par les familles reste faible (généralement de 1 à 10 têtes par familles) (Porphyre, 2000 ; Copland et Alders, 2009 ; dos Anjos, 2007 ; Koko et al., 2006 a).

Mode d’élevage :

Les volailles sont laissées en divagation le jour (Figure 1). Leur habitat est généralement les maisons d’habitation ou à l’extérieur construit à l’aide de bois, de végétaux séchés, de tôles ou de terre. L’alimentation est constituée par les restes de la récolte et de cuisine domestique et les volailles s’abreuvent avec les eaux de surface disponibles ou dans des abreuvoirs construits en matériaux de récupération comme des récipients de ménage (tableau 2, page 6) (Ramzi, 2014).

Dans ce système d’élevage, les oiseaux sont rarement vaccinés et les médicaments contre les parasites ne sont pas souvent donnés (Initiation à l’aviculture, Introduction et test de connaissance, 2016). En effet, beaucoup d’oiseaux sont malades ou grossissent lentement, produisant peu d’œufs et de viande (Ramzi, 2014).

Les maladies virales, les prédateurs et les voleurs limitent le développement de ce type d’élevage (Maminiaina et al., 2007).

Figure 1 : Aviculture traditionnelle (volailles en divagation) (Rakotondrabe, 2013).

I.1.1.2. L’aviculture moderne ou commerciale

Ce système d’élevage représente 5% du cheptel national et est constitué de poules pondeuses et de poulets de chair. Il est pratiqué dans les zones périurbaines, essentiellement autour d’Antananarivo (Maminiaina et al., 2007).

Mode d’élevage :

Il s’agit d’un type d’élevage qui respecte les normes industrielles avec les installations et les équipements relativement modernes. Les bâtiments d’élevage sont construits à l’aide de brique, de sol cimenté, de tôles et de tuiles. L’alimentation est plus spécifique et respecte les formules et les dosages des provendes ainsi que les horaires de distribution. Les abreuvoirs et mangeoires sont suspendus pour améliorer l’hygiène (figure 2) (Ratefiarisoa, 2002).

L’observation de chaque animal est faite chaque jour pour pouvoir découvrir les signes de maladies, les malnutritions, ainsi que les autres problèmes. Le nettoyage et la désinfection des locaux sont réalisés chaque semaine. Les mangeoires et les abreuvoirs sont lavés tous les jours (Ramzi, 2014).

Dans le cadre de la vaccination, les éleveurs utilisent les vaccins fabriqués avec les souches lentogènes Hitchner BI (HBI) et la Sota (vivant ou inactivé) et ils suivent le calendrier vaccinal édicté par les fournisseurs de poussin d’un jour (SOPRAMAD, AVITECH et CERES). Les petits poussins à l’âge de 2-3 semaines sont vaccinés contre les maladies contagieuses les plus répandues. Le rappel vaccinal est toujours exécuté selon les instructions (Rasamoelina et al., 2017). Mais malgré l’application de la vaccination dans l’aviculture moderne ou commerciale, la MN reste toujours un problème important dans l’industrie avicole (Cho et al., 2007 ; Servan de Almeida et al., 2009 ; Snoeck et al., 2009 ; Yu et al., 2001).

Figure 2 : Elevage moderne (La ferme d’Ivato. Source : http://fr.wikipedia.org)

Tableau 2 : Différences entre l’aviculture de type villageois et celle de type commercial (Alders et Spradbrow, 2000).

Caractéristiques Aviculture villageoise Aviculture commerciale

Apports de travail Minimal Considérable

Arbres ; poulaillers faits Bâtiments utilisant des matériaux Logement en des matériaux locaux ; standards ; coûteux peu coûteux

Restes alimentaires, céréales, pas de Ration commerciale équilibrée ; Alimentation compléments ; peu coûteuse coûteuse

Eau de puits, eau usée, Eau Reserve d’eau potable essentielle source naturelle

Faible ; peut augmenter avec une meilleure Elevée ; mais demande beaucoup Production nutrition et un contrôle d’investissement des maladies

Peu grasse ; saveur Qualité de la viande Plus grasse ; moins de saveur agréable

Contrôle de nombreuses maladies Aucun, vaccinations virales, bactériennes et parasitaires Apports vétérinaires occasionnelles fondamentales pour une production efficace

I.2. LA MALADIE DE NEWCASTLE

I.2.1. Historique

La maladie de Newcastle a été découverte en Indonésie en 1926 (Kraneveld, 1926). En 1927, Doyle a donné ce nom après l’apparition des premiers foyers en Grande-Bretagne. Cette dénomination était utilisée temporairement pour la distinction de cette maladie avec d’autres maladies virales (Doyle, 1935) car la MN ressemble à la peste aviaire vraie

(Centanni, 1901). Cependant, Doyle, en 1927 montrait que la MN diffère de la peste aviaire vraie par la nature du virus responsable (virus de la famille de Paramyxoviridae pour la MN et virus de la famille d’Orthomyxoviridae pour la peste aviaire vraie) et par la période d’incubation (pour la MN, elle varie de 4 à 15 jours mais elle varie de quelques heures à quelques jours pour la peste aviaire vraie). La contagion et les signes cliniques aussi sont beaucoup plus intenses pour la MN.

A l’heure actuelle, l’appellation maladie de Newcastle a continué à être utilisée pour se référer au paramyxovirus aviaire de type 1 (APMV-1) (Alexander, 2008). En 1955, le virus de la MN a été identifié et classé dans la famille de Paramyxovirus, genre Avulavirus (Maminiaina, 2011). Vingt ans après son émergence, la maladie est devenue une panzootie c’est-à-dire une maladie contagieuse qui se répand dans de nombreux pays (elle persiste surtout dans la région d’Afrique, d’Asie et d’Amérique du Sud), et qui affecte une grande partie des populations d’animaux (OIE, 2011 ; Meyer, 2014). En effet, cette maladie constitue l’une des principales causes de mortalité de volailles au monde (Adu, 1987 ; Nawanthe et al., 1981, Onunkwo et Momoh, 1981).

A Madagascar, la MN est la première maladie des volailles qui provoque une perte économique à plus de 30 milliards d’Ariary/ans pour les éleveurs (Navalona, 2014). Le premier foyer de cette maladie a été observé en Aout et Septembre 1946 dans le grand port de Toamasina (Rajaonarison, 1991), puis elle a été propagée dans la région d’Antananarivo, d’Ambatolampy (décembre 1946) et d’Antsirabe (janvier 1947) (Maminiaina, 2011). Cette propagation de la maladie a été considérée comme résultat d’importations d’Afrique du Sud de coqs de combat et de volailles (Koko et al., 2006a).

I.2.2. Définition, synonymie et étiologie

La MN, appelée aussi « pseudo peste aviaire » est une maladie infectieuse très contagieuse des oiseaux de toutes espèces (Koko et al., 2006a ; Maminiaina et al., 2007 ; Anses, 2013). Cette appellation varie selon les pays. Elle est appelée konoku, twase-obgo, nkoko yare au Ghana, « muzungo, nbendeni, mte-éma, chigubo-gubo au Mozambique, « maladie de Ranikhet en Asie (Alders et Spradbrow, 2000). A Madagascar, la MN est appelée pesta akoho, ramibomogno, barika, ramoletaka akoho, moafon’akoho (Maminiaina et al., 2007).

Le virus responsable de cette maladie est le paramyxovirus aviaire de type 1 (ou APMV-1) qui affecte principalement les animaux domestiques des Familles de Numididae

(pintades) et Phasianidae (poule, perdrix, faisan, caille, paon, dindon) et de Colombidae (pigeon) dans l’ordre des Galliformes mais elle affecte également les animaux sauvages (Alders et Spradbrow, 2000 ; Rauw et al., 2009).

Il existe 9 sérotypes de paramyxovirus aviaires nommés APMV-1 à APMV-9 dont les signes cliniques varient en fonction de la virulence de la souche et des espèces aviaires infectés (Alexander, 2000).

I.2.3. Espèces touchées

Le paramyxovirus de type 1 (ou APMV-1) peut affecter plus de 250 espèces d’oiseaux appartenant à 27 ordres (OIE, 2016). La majeure partie des espèces aviaires, domestiques ou sauvages, sont sensibles mais les gallinacés (en particulier les poules, pintades, perdrix, faisans, cailles...) sont les plus fréquemment touchés (Ganière, 2008).

I.2.4. Répartition géographique

La maladie de Newcastle (MN) s’est répandue à l'état enzootique dans de nombreuses parties du monde (Ganière, 2008). Elle persiste dans différentes régions tropicales d’Afrique (par exemple : Mombassa 1935, Nairobi Kenya 1939, Soudan 1951, Nigeria 1952), d’Asie et d’Amérique du Sud (OIE, 2011).

Certaines souches comme les souches vélogènes sont endémiques pour les volailles dans la partie de l’Asie, de l’Afrique et du Moyen-Orient, de même que dans certains pays de l’Amérique centrale et de l’Amérique du Sud (OIE, 2016).

I.2.5. Modes de transmission

La MN est une maladie très contagieuse. En général, elle se transmet par contact direct avec des oiseaux malades ou porteurs mais également de manière indirecte par contact avec des objets souillés (par exemple de l’eau, des aliments contaminés, par des excréments, des vêtements) (Huart, 2004).

Elle peut se transmettre occasionnellement à l’Homme, souvent par l’inhalation d’aérosol de matières virulentes (gouttelettes, poussières contaminés) et le contact avec des oiseaux morts infectés (figure 3, page 9) (Villate, 2011). Selon l’OIE, cette maladie est spontanément résolutive chez l’homme et reste une zoonose mineure.

Il existe deux types de transmission : la transmission verticale et la transmission horizontale. En général, la transmission verticale du virus de la MN provoque la mort de

l’embryon (Ganière, 2008). Pour la transmission horizontale, deux types de transmissions sont distinguées : la transmission directe et la transmission indirecte.

I.2.5.1. Transmission directe : entre les oiseaux

La transmission directe est le mode de transmission le plus fréquemment observé. Le virus de la MN se transmet par contact direct avec les oiseaux infectés via les matières fécales, les sécrétions respiratoires (transmission par voie respiratoire) qui peuvent se propager avec une grande rapidité si les oiseaux sont élevés dans un même endroit (OIE ; Martin et Spradbrow, 1992).

I.2.5.2. Transmission indirecte

La transmission indirecte se produit par l’intermédiaire du personnel (ex : vêtements contaminés), par inhalation ou par ingestion de nourriture, de l’eau contaminée. Ce type de transmission est généralement observé en milieu rural où les volailles infectées contaminent une source d’eau commune, ce qui constitue une source d’infection pour les autres volailles (Alexander, 1988b).

D’autre part, les matériels et les produits avicoles contaminés, les fumiers de volailles utilisés comme des engrais et les embryons morts contaminés (s’ils ne sont pas éliminés) sont aussi les facteurs de transmission du virus de la MN (Guittet et al., 1997 ; Khalafalla et al., 2000).

Figure 3 : Cycle de transmission de la MN (Acha & Szyfres, 1982)

I.2.6. Signes cliniques de la maladie de Newcastle

Les signes cliniques sont très variables. Ils dépendent de la souche virale, l’espèce et l’âge de l’oiseau touché, le statut immunitaire de l’hôte et la condition environnementale (Alders et Spradbrow, 2000). Selon l’OIE, l’appareil respiratoire, digestif et le système nerveux, sont les organes les plus touchés par le virus de la MN.

Les signes respiratoires (figure 9a) sont généralement caractérisés par la respiration dyspnéique et bruyante (Lezzar, 2018). Les oiseaux infectés respirent péniblement, le bec à moitié ouvert (Doyle, 1927). Les signes nerveux (figure 9b) comme le torticolis (paralysie de la tête et du cou) et les clonies sont souvent observés et le tremblement, la paralysie des pattes et des ailes sont observés quand la maladie est à un stade avancé (Alders et Spradbrow, 2000 ; Rauw et al., 2009). La diarrhée (blanche verdâtre ou jaune verdâtre) et l’anorexie (figure 9c et 9d) sont les signes digestifs les plus rencontrés (Emmanuel, 1980). Parfois les poules infectées pondent des œufs anormaux (figure 9e) (Alexander, 1997).

(a) (b) (c)

(e) (d)

Figure 4 : (a) Signes respiratoires, (b) Signe nerveux, (c) et (d) Signes digestifs, (e) Autre signe clinique (Merial, 2010 ; Jestin, 2008 ; Rakotondranoro, 2013).

I.2.7. Lésions à l’autopsie

Les lésions à l’autopsie sont observées au niveau du tube digestif (proventricule, cuticule du gésier, colon, cloaque et duodénum), du cœur et de l’appareil respiratoire (trachée et poumon). Elles sont essentiellement caractérisées par des lésions congestives et des pétéchies hémorragiques. Des lésions hémorragiques présentes sur la muqueuse du proventricule, sur la muqueuse cloacale et sur les tissus adipeux du sillon auriculo- ventriculaire mais aussi tout au long de la muqueuse du tube digestif, nommées triade lésionnelle sont considérées comme des lésions spécifiques à la MN (Emmanuel, 1980).

Chez les femelles reproductrices, les ovaires peuvent être congestionnés avec des ovules hémorragiques (Mirantsoa, 2015).

I.2.8 Immunologie aviaire

I.2.8.1 Organes du système immunitaire

Chez les oiseaux, il existe des organes lymphoïdes primaires constitués par le thymus et la Bourse de Fabricius, des organes lymphoïdes secondaires constitués par la rate, la moelle osseuse, le diverticule de Meckel, les plaques de Peyer, les amygdales cæcales, les tissus lymphoïdes de la tête appelés HALT (Head Associated Lymphoïd Tissue) (figure 10) et des organes lymphoïdes tertiaires comme la peau, les cils, les mucus respiratoires, le tractus génital, les tissus lymphoïdes associées aux muqueuses (Bigot, 2001 ; Amina, 2015).

Figure 5 : Les organes de l’immunité chez les oiseaux (Amina, 2015)

I.2.8.2 Le système immunitaire des poulets

Il présente de nombreuses similarités avec celui des mammifères, mais il existe également quelques particularités. Les défenses de l’organisme contre les agents infectieux sont assurées par l’interaction de plusieurs tissus, organes, cellules et molécules. Pour assurer cette grande fonction, deux types d’immunité sont disposés : l’immunité non spécifique ou innée et l’immunité spécifique ou adaptative.

L’immunité non spécifique assure la première ligne de défense de l’animal contre les antigènes (reconnaissance de pathogènes) (Chazara, 2010). Son activation constitue la réponse inflammatoire caractérisée par l’activation du complément, la libération de cytokynes et la phagocytose, la production de protéines de la phase aigüe (Bereket et al., 2002). Les barrières mécaniques (comme la peau, les plumes, les muqueuses), les lymphocytes nuls (NK ou Natural Killer), le système du complément, les phagocytes (les macrophages, les monocytes) sont les acteurs de la réponse immunitaire non spécifique (Randriamamisolonirina, 2017).

L’immunité spécifique est caractérisée par la reconnaissance d’un agent pathogène précis et la mise en mémoire (Bich, 2008). Il est divisé en 2 groupes : l’immunité à médiation humorale médiée par trois types d’anticorps (IgA, IgM et IgY) et l’immunité à médiation cellulaire assurée par les monocytes circulant (les macrophages), la molécule de CMH et les lymphocytes T (LT). La présentation des antigènes phagocytés par les macrophages aux lymphocytes T CD8+ est assurée par la molécule de CMH de classe I.

I.2.9. Diagnostic de la MN

Le diagnostic clinique de la MN est difficile. Sur le terrain, une suspicion de la MN est basée sur les signes cliniques et les lésions observées à l’autopsie. Cependant les signes cliniques de la MN sont très variables et les lésions observées à l’autopsie ne sont pas pathognomiques. L’analyse au laboratoire est donc nécessaire pour l’établissement d’un diagnostic de confirmation (Ramzi, 2014). Les tests les plus utilisés en diagnostic sont : l’Inhibition de l’hémagglutination (IHA), la technique immuno-enzymatique : Enzyme Linked Immunosorbent Assay (ELISA), la technique d’isolement viral et la technique de biologie moléculaire Polymerase Chain Reaction (PCR).

 L’IHA (inhibition de l’hémagglutination) :

Il s’agit d’un test le plus utilisé dans le diagnostic au laboratoire. Les anticorps présents dans le sérum à tester inhibent l’interaction entre les hématies et les hémagglutinines

virales empêchant ainsi l’hémagglutination (The Center Food Security and Public Health, 2016 ; United States Department of Agriculture and Center for Veterinary Biologics, 2014).

 L’ELISA (Enzyme Linked Immunosorbent Assay) :

Il s’agit d’un test qui permet de détecter les anticorps totaux dirigés contre le virus et de visualiser une réaction antigène-anticorps grâce à une réaction colorée produite par l’action sur un substrat d’une enzyme préalablement fixée à l’anticorps (Amina, 2015).

 L’isolement viral :

Le diagnostic de la MN peut être effectué par l’isolement de l’APMV-1 d’oiseaux infectés. Il consiste à rechercher l’hémagglutinine en inoculant ce virus sur des œufs embryonnés de poules sur une durée de 9 à 11 jours. Cette hémagglutinine est ensuite testée dans l’IHA (The Center Food Security and Public Health, 2016).

 Le PCR (Polymerase Chain Reaction)

Il s’agit d’une technique d’amplification d’ADN in vitro. Il permet d’obtenir un très grand nombre de copies d’une séquence d’ADN choisie (Amina, 2015).

Les tests de PCR avec transcription inverse (RT-PCR) sont de plus en plus utilisés pour identifier l’APMV-1 directement dans les échantillons cliniques. Les méthodes de RT- PCR quantitative sont plus rapides et permettent de quantifier le génome viral présent dans les prélèvements. Les écouvillonnages de la trachée ou de l’oropharynx sont généralement les échantillons privilégiés (Ramzi, 2014).

I.2.10 Prophylaxies sanitaire et médicale

 Prophylaxie sanitaire

La prophylaxie sanitaire est variable selon les moyens disponibles, financiers ou humains, selon la situation de la maladie dans chaque pays (Andriamaroarison, 2017). Des mesures de biosécurité comme le nettoyage et la désinfection réguliers des locaux sont indispensables. En cas d’infection, il faut abattre les oiseaux infectés et éliminer les carcasses (Villate, 2001 ; OIE, 2011). La prophylaxie sanitaire consiste également à contrôler les importations de volailles et leur introduction dans les élevages et à prendre les mesures d’interdiction de zones contaminées pour éviter la propagation du virus (Ramzi, 2014).

 Prophylaxie médicale

La prophylaxie médicale de la MN repose sur la vaccination (Robyn et Spradbrow, 2000). Elle a pour objectif de limiter le risque d’infection par le virus (APMV-1) et de réduire la mortalité chez les volailles (Maminiaina, 2011 ; Rauw, 2009). A Madagascar, plusieurs types de vaccins contre la MN sont commercialisés : vaccins vivants lentogènes (issus des souches F, Hitchner-B1 et la Sota), vaccins vivants mésogènes (issus des souches Roakin, Komarov, Hertfordshire et Mukteswar) et inactivés (préparés à partir de souche virale sur culture cellulaire). Le choix du vaccin dépend du type d’élevage. Dans l’élevage du type commercial, les aviculteurs utilisent les vaccins à base des souches La Sota ou Hitchner B1 tandis que les aviculteurs villageois utilisent généralement le vaccin à base de souche Mukteswar (PESTAVIA®) (Alexander, 2000).

I.3. LE VIRUS RESPONSABLE DE LA MN

Il s’agit d’un virus de la famille des Paramyxoviridae et du genre Avulavirus appartenant au paramyxovirus aviaire sérotype 1 (APMV- 1). C’est un virus enveloppé à ARN (Alexander, 2000).

I.3.1. Morphologie et structure

Le virus responsable de la MN est un virus enveloppé à symétrie hélicoïdale, polymorphe et se présente sous forme de particules arrondies de 150 - 200 nanomètre (nm). Il possède en son centre une nucléocapside constitué par la protéine NP. Sa face interne est doublée par la protéine M (Ramzi, 2014). L’enveloppe virale est hérissée de spicules glycoprotéiques NH (10 à 15 nm) qui assurent le support de l’hémagglutinine virale et l’activité neuraminidasique (Emmanuel, 1980) et les protéines de fusion F qui assurent la fixation du virus aux récepteurs cellulaires (Ramzi, 2014). Les protéines P et L assurent le rôle d’une transcriptase virale.

Le génome de l’APMV-1 est un ARN simple brin de polarité négative (ARN -), non segmenté et constitué de 15186 ou 15192 ou 15198 nucléotides (nt) (Czeglédi et al., 2006 ; de Leeuw et al., 2005). Il renferme six gènes de structure : les protéines de l’Hémagglutinine Neuraminidase HN, la protéine de fusion F, la nucléoprotéine NP, la protéine de matrice M, la phosphoprotéine P et la protéine large L (Steward et al., 1993).

Figure 6 : Structure schématique du génome de l’APMV-1(Maminiaina, 2011).

Figure 7 : Virus de la MN : (a) Vue au microscope électronique avec coloration négative ; (b) structure schématique d’un Avulavirus (© Swiss Institute systems of bioinformatics).

I.3.2. Classification et pathogénicité

La seule classification des souches de virus de la MN repose sur le groupage des isolats de même niveau pathogénique (Huart et al., 2004). Les chercheurs ont classé les souches virales en trois groupes par ordre décroissant, selon leur pouvoir pathogène (Emmanuel, 1980) :

 les souches vélogènes : -viscérotropes : hautement pathogènes qui provoquent fréquemment des lésions intestinales hémorragiques et entraînent une mortalité élevée.

- neurotropes : qui provoquent une mortalité massive, généralement à la suite des signes respiratoires et nerveux.

 les souches mésogènes : qui ont une agressivité moyenne entrainant une maladie lente avec des troubles nerveux et une diminution de la ponte et de la croissance des oiseaux mais une mortalité relativement faible.  Les souches lentogènes : qui déterminent une maladie bénigne spontanément curable ou même inapparente (Ramzi, 2014).

I.3.3. Cycle de multiplication du virus de la MN

La multiplication d'un virus (figure 8, page 17) comporte généralement les étapes suivantes : la fixation, la pénétration, la décapsidation, la transcription suivie de la traduction, la réplication, l’assemblage et la libération (Ramzi, 2014).

Dans le cas de l’APMV-1, la fixation s’effectue au niveau des récepteurs glycoprotéiques NH qui s’attachent au récepteur de surface de la cellule hôte (Yusoff et Tan, 2001). La pénétration se produit par la fusion de la glycoprotéine F de l’enveloppe virale avec la membrane de la cellule cible d’où la libération du complexe ribonucléoprotéine (RNP) dans le cytoplasme ou décapsidation (Ramzi, 2014). L’étape de la transcription permet au génome viral de s’exprimer en produisant les ARN et les protéines viraux (Kolakofsky D., et al., 2005). L’ARN est transcrit en plusieurs ARN messagers positifs par la transcriptase virale (P et L) associée à la nucléocapside. Lors de la réplication, un brin d’ARN positif sert de matrice pour la synthèse des ARN génomiques viraux (Ramzi, 2014). L’ARN viral est encapsidé par les protéines NP, P et L pour former le complexe RNP. Ce complexe s’associe ensuite à la protéine M (protéine de matrice) sur la surface interne de la membrane cytoplasmique (Kho et al., 2001). Après l’assemblage, pour se libérer, le complexe RNP associé à la protéine M s’évaginent. Les particules virales néoformées quittent la cellule par bourgeonnement, emportant avec elles une partie de la membrane cytoplasmique sur laquelle les spicules NH et F se sont regroupées, formant ainsi l’enveloppe du virus (Gravel et Morrison, 2003 ; Stone- Hulslander et Morrison, 1999).

Figure 8 : Cycle de multiplication du virus de la MN (Farah et al., 2014).

DEUXIEME PARTIE : MATERIELS ET METHODES

I. MATERIELS ET METHODES

I.1. SITE D’ETUDE

L’étude sur terrain a été effectuée dans le district d’Ambatolampy, dans la région de Vakinankaratra. Ce district est divisé en 18 communes (figure 13) avec une superficie de 1755 km2 et une densité de 123 habitants/km2.

District d’étude Latitude / Longitude : 19°23’00’’ Sud, 47°26’00’’Est Est Figure 9 : Carte du district d’Ambatolampy (Source : file://F:/Ambatolampy-Wikipedia.html)

I.2. LABORATOIRE D’ETUDE

L’étude a été effectuée dans l’unité sérologie du Laboratoire National de Diagnostic Vétérinaire (LNDV) Anosimasina Itaosy. Il s’agit d’un Institut de recherche et de diagnostic sur les maladies animales. Outre l’unité pour la préparation de milieu de culture, la stérilisation des matériels et la laverie, quatre unités de recherche sont disponibles dont l’unité de Sérologie, de Parasitologie, de Bactériologie et d’Autopsie.

Le laboratoire d’analyse du LNDV utilise les kits de diagnostic fournis par l’ID. vet. (Innovatives Diagnostics veterinary) pour le diagnostic de la maladie de Newcastle. Deux types de technique ont été effectués pour le diagnostic de la MN : la technique ELISA (Enzyme Linked Immunosorbent Assay) et l’autopsie.

I.3. COLLECTE DES DONNEES

Une collecte de données, qui a été faite par remplissage d’une fiche de prélèvement (annexe 1) suivi des prélèvements sanguins sur les poulets gasy, les dindes, les canards communs et les oies ont été réalisée auprès de l’élevage villageois dans les 11 quartiers étudiés du district d’Ambatolampy. Aucune distinction d’âge, ni de sexe n’a été faite.

Les paramètres suivants ont été sélectionnés pour atteindre les objectifs fixés : l’espèce, la vaccination et le lieu d’origine.

I.4. TYPE ET PERIODE D’ETUDE

Il s’agit d’une étude prospective descriptive allant de janvier à mars 2019. Le test sérologique a été réalisé sur les échantillons prélevés lors de la collecte de données réalisée du 27 décembre 2018 au 04 janvier 2019.

I.5. POPULATION D’ETUDE

Les espèces cibles ont été composées généralement de poulets gasy (Gallus gallus), quelques dindes (Meleagris ocellata), de canards communs (Anas plathyrhyncos) et des oies (Anser anser) dans le district d’Ambatolampy.

I.6. MATERIELS BIOLOGIQUES

Les matériels biologiques utilisés pour la détection du virus de la MN sont constitués par des sérums de volailles prélevés sur terrain pendant la collecte de données.

I.7. METHODES UTILISEES POUR LE DIAGNOSTIC DE LA MN

I.7.1 Autopsie de poulet

L’autopsie est un acte nécropsique qui débute par un examen externe suivi d’un examen interne. Elle est effectuée sur un animal mort spontanément ou sur un animal malade ou présumé malade. Elle s’agit d’un moyen efficace pour mettre en place un traitement adéquat et immédiat c’est-à- dire deux ou trois jours qui précèdent les résultats d’analyses au laboratoire.

I.7.1.1 Objectif de l’autopsie

L’objectif d’une autopsie est de trouver la cause d’une maladie et de préciser les lésions responsables des symptômes observés.

Dans la présente étude, une autopsie sur un poulet vivant suspecté d’être infecté par la MN a été réalisée dans la salle d’autopsie du LNDV.

I.7.1.2 Les matériels nécessaires à l’autopsie

Les matériels utilisés pour l’autopsie sont composés d’instruments métalliques faciles à désinfecter :

 Deux plateaux en inox : l’un est utilisé pour recueillir le cadavre et l’autre est utilisé pour recevoir les différents organes ;  Une pince avec griffes de préhension ;  Une paire de ciseaux (fins et forts) ;  Un sac plastique : pour transporter et éliminer le cadavre dans un incinérateur pour volaille ;  Un bistouri à lames interchangeables ;  Une fiche d’autopsie (annexe 2) : permettant de mentionner toutes les lésions rencontrées lors de l’autopsie ;

I.7.1.3 Etapes et principe d’autopsie

I.7.1.3.1 Examen externe de l’animal (examen général)

L’examen externe va porter sur l’état général de l’animal (débout ou couché), sa posture (ébouriffé, frissonnant, tremblant), le port de la tête (torticolis), le port des ailes (paralysie des ailes) et l’état de l’appareil locomoteur (paralysie des pattes).

I.7.1.3.2 Euthanasie de l’animal

L’euthanasie d’un animal consiste à infliger la mort dans un délai court et rapide sans faire souffrir l’animal afin de réaliser l’examen interne. Dans cette étude, elle a été faite par saignée en incisant les veines jugulaires, les artères carotides et la trachée avec un couteau.

I.7.1.3.3 Examen interne de l’animal

L’examen interne de l’animal consiste à ouvrir le cadavre et à observer tous les organes et de noter toutes les lésions rencontrées sur une fiche d’autopsie.

I.7.1.4. Mode opératoire

Après avoir fait l’euthanasie par saignée, l’animal est positionné sur le dos en vue de l’examen interne (figure 10). Ainsi, la peau a été incisée à l’aide d’un bistouri sur toute la longueur du bréchet jusqu’à l’orifice cloacal puis elle a été décollée des tissus sous-jacents au niveau de la poitrine, du ventre et des cuisses. Ensuite, l’ouverture de la cavité thoraco- abdominale a été faite par incision de la paroi abdominale juste au-dessus du cloaque jusqu’à la pointe du bréchet pour pouvoir examiner tous les organes. L’examen de l’appareil respiratoire a été effectué en incisant la trachée jusqu’aux poumons : l’aspect de la muqueuse trachéale et leur contenu ont été examinés. Puis, l’autopsie du tube digestif a été réalisée à l’aide d’un ciseau en ouvrant depuis l’œsophage jusqu’au rectum pour pouvoir examiner leurs contenus, leurs muqueuses et leurs parois). Toutes les lésions rencontrées ont été notées sur une fiche autopsie. En fin d’autopsie, le cadavre a été mis dans un sac plastique afin de le transporter et d’éliminer dans un incinérateur pour volaille.

(b) (a) (c)

(d) (e)

Figure 10 : (a) Euthanasie de l’animal par saignée ; (b) Disposition de l’animal sur le dos et incision ; (c) ouverture de la cavité thoraco-abdominale ; (d) Examen des organes ; (e) Examen du tube digestif (proventricule, gésier, duodénum, jéjunum, iléon, caecum, cloaque). (Source : Auteur, 2021).

I.7.1.5 Limite de la technique

L’autopsie d’un seul oiseau ne présente pas le tableau lésionnel complet d’une maladie. Pour avoir un tableau lésionnel fiable, il faut réaliser l’examen de plusieurs sujets. Cependant, dans cette étude, l’autopsie n’a été réalisée que sur un seul sujet. L’examen nécropsique seul n’est pas suffisant pour l’identification d’une pathologie mais il doit être complété par des examens de laboratoire.

I.7.2 Examen sérologique par la technique ELISA

Le test ELISA (ou dosage d’immunoabsorption par enzyme liée) est une technique immuno-enzymatique qui permet la détection d’anticorps ou d’antigène présent dans un échantillon.

Le test ELISA se divise en deux types : direct, lorsque les anticorps sont utilisés pour détecter les antigènes ; et indirect, lorsque les antigènes sont employés pour détecter les anticorps. Dans cette étude, le test ELISA indirect a été utilisé pour la détection des Immunoglobulines G (IgG) dirigés contre le virus de la MN. Les puits de la microplaque ELISA sont prêts à l’emploi, déjà recouverts d’antigène (nucléoprotéine NDV).

I.7.2.1 Principe de la technique ELISA indirect

L’antigène spécifique à l’anticorps recherché est fixé au fond du puits de la microplaque ELISA. Si les sérums à tester contiennent des anticorps, ces derniers se lient aux antigènes qui sont déjà fixés sur les puits d’où formation du complexe immun antigène- anticorps. Un anticorps secondaire marqué par l’enzyme peroxydase appelé conjugué se fixe sur le complexe précédent et donne le tri complexe antigène-anticorps-conjugué. Chaque étape est séparé par des lavages afin d’éliminer les éléments non liés. Ce tri complexe est ensuite révélé par l’addition du substrat TMB. Après l’action de l’enzyme, ce substrat est dégradé et génère une coloration qui permet d’identifier la présence des anticorps dans les sérums à tester. La lecture de la densité optique, faite à l’aide d’un spectrophotomètre, permet de mesurer l’intensité de la coloration qui est proportionnelle à la quantité d’enzyme présente, donc proportionnelle aux taux d’anticorps contenus dans le sérum.

Le principe de la technique ELISA est présenté sur la figure 11 (page 23).

SERUM CONJUGUE SUBSTRAT U 1 2 4 3

Fixation de Liaison des anticorps Liaison du conjugué Dégradation du l’antigène spécifiques aux sur le complexe substrat par antigènes, formant le immun en formant l’enzyme et complexe Antigène- le complexe apparition de la Anticorps Antigène- coloration Anticorps-Conjugué

Figure 11 : Principe de la technique ELISA indirect (http://fr.wikipedia.org)

La dégradation du substrat Tetraméthyl-benzidine (TMB) par l’enzyme peroxydase permet d’obtenir un composé coloré comme produit final.

Peroxydase

INCOLORE COULEUR BLEUE

Figure 12 : Dégradation du substrat TMB par l’enzyme peroxydase (http://fr.wikipedia.org)

I.7.2.2 Les réactifs et les matériels utilisés

I.7.2.2.1 Réactifs

Le kit de diagnostic de l’ELISA indirect (annexe 3) est utilisé pour la détection des anticorps spécifiques dirigés contre le virus de la MN dans le sérum aviaire. Ce kit est conservé entre + 2° et + 8°C. Il est composé d’ :

 une plaque de 96 puits à fond U : il s’agit d’une plaque ELISA recouverte d’antigène (nucléoprotéine) du virus de la MN ;

 un contrôle positif et négatif : ces deux réactifs sont prêts à l’emploi ;  un tampon de dilution 14 (ou Dilution Buffer 14) : diluant utilisé pour la dilution des échantillons ;  un tampon de dilution 3 (ou Dilution Buffer 3) : diluant utilisé pour la dilution du conjugué ;  une solution de lavage concentrée 20 fois : la quantité utilisée est préparée en diluant la solution de lavage concentré 10 fois avec de l’eau distillée ;  un conjugué concentré 10 fois : la quantité utilisée est préparée en diluant le conjugué concentré 10 fois avec le tampon de dilution 3 ;  une solution de substrat : ce composé est le 2,2’, 5,5 Tétramethyl-benzidine (TMB). Il est spécifique à l’enzyme et dit chromogène c’est-à-dire en se fixant sur l’enzyme, il est dégradé et donne un produit coloré ;  une solution d’arrêt (0,5 M) : acide sulfurique 0,5 M.

I.7.2.2.2 Matériels

Les matériels suivants sont utilisés pendant la manipulation : pipettes multicanaux capables de fournir des volumes de 5 µl, 10 µl, 100 µl, et 200 µl, un lecteur de microplaque

(MULTISCAN EX) ELISA ou spectrophotomètre, des micropipettes (P100, P200, P1000), un bac, une centrifugeuse (EBA 8), un incubateur (SELECTA ®), un vortex (X-H) et un congélateur (annexe 4).

I.7.2.3 Etapes de la technique ELISA indirect

Le test ELISA indirect comporte en général les étapes suivantes :

 la fixation des antigènes (sensibilisation de la plaque) : des antigènes spécifiques aux anticorps recherchés sont fixés sur les puits.  la saturation de la plaque : elle permet de remplir les espaces non occupés par les antigènes.  la fixation des anticorps spécifiques : l’échantillon biologique contenant les anticorps à doser est ajouté dans les puits induisant la formation d’un complexe immun (Ag-Ac).  l’ajout du conjugué : ceci est un anticorps couplé à une enzyme qui va se fixer sur le complexe immun ;  l’ajout du substrat : le substrat est chromogène ;  l’ajout de la solution d’arrêt : assuré par l’ajout d’un acide sulfurique 0,5 M ;

 la lecture de la densité optique au spectrophotomètre : la densité optique obtenue correspond à l’intensité de la coloration d’un échantillon, plus elle est colorée, plus la valeur de la densité optique augmente et la quantité d’anticorps spécifiques présents dans l’échantillon est élevée.

Chaque étape est séparée par des lavages sauf après l’ajout du substrat et l’ajout de la solution d’arrêt.

I.7.2.4. Prélèvements sanguins

Des prélèvements sanguins des poulets gasy, des dindes, des canards communs et des oies ont été effectués dans les 11 quartiers du district d’Ambatolampy. L’objectif de ces prélèvements est d’obtenir du sérum à partir du sang afin de réaliser le sérodiagnostic de la maladie de Newcastle.

Le sang a été prélevé au niveau de la veine alaire (veine de l’aile) selon la technique de Janeen et Rini et recueillis stérilement dans des tubes secs de 5 ml ou tubes à bouchon rouge. Cette technique consiste à insérer l’aiguille sous le tendon du muscle pronateur puis elle est enforcée suivant la direction du flux sanguin (figure 12). L’aspiration du sang a été faite en poussant le tube. Après avoir retiré l’aiguille, la veine est comprimée en quelques secondes pour éviter le saignement. Ensuite, le tube est immédiatement étiqueté avec le numéro de volaille et la date de collecte et est placé en position inclinée jusqu’à une séparation des culots et du surnageant. Une fois que les culots et le surnageant (sérums) ont été bien séparés, ces sérums ont été mis dans d’autres tubes et étiquetés avec le même étiquetage que ceux sur le premier tube, puis ils ont été envoyés au LNDV afin d’être congeler à – 80°C avant leur utilisation pour le test sérologique.

Figure 13 : Prélèvement sanguin au niveau de la veine alaire chez les poulets (Source : Auteur, 2021).

I.7.2.5 Mode opératoire

Avant de commencer le test, tous les échantillons ont été centrifugés à 6000 tours/min afin de bien séparer le culot et le surnageant (sérums). Ce sérum a été mis dans un microtube de 2 ml (Eppendorf®). La figure 14 montre le sang après centrifugation.

Sérum

Culot

Figure 14 : Sang après centrifugation (Source : Auteur, 2021).

Après centrifugation, tous les échantillons ont été dilués dans le buffer 14 en ajoutant 5 µl de chaque échantillon à tester et 245 µl de buffer 14 dans les plaques de préparation (annexe 5) pour avoir une dilution de 1/50. Puis, dans la microplaque ELISA, 100 µl du contrôle négatif ont été ajoutés dans les puits A1 et B1 et 100 µl du contrôle positif dans les puits C1 et D1. Ces témoins ont été testés non dilués. Ainsi, 50 µl des échantillons dilués (préparé ci-dessus) et 50 µl de buffer 14 ont été ajoutés dans chaque puits. Ensuite l’ensemble a été incubé pendant 30 min à 21°C. Trois lavages successifs ont été effectués pour éliminer les éléments non liés. Chaque puits est ajouté de 300 µl de la solution de lavage puis le contenu a été jeté complétement et la plaque a été tapotée sur un papier absorbant afin d’assurer qu’ils soient complètement vides (à refaire 3 fois).

Après, 100 µl de conjugué (marqué par l’enzyme peroxydase) dilué au 1/10 avec le buffer 3 sont ajoutés dans chaque puits. L’incubation a été de 30 min à 21°C. Le processus de lavage permet d’éliminer les anticorps non fixés par le conjugué. La solution de substrat de 100 µl a été ajoutée dans chaque puits suivi d’une incubation pendant 15 min à 21°C à l’obscurité. Une coloration bleue apparait dans les puits si les sérums sont dotés d’anticorps. Enfin, la réaction a été stoppée en ajoutant 100 µl de la solution d’arrêt dans chaque puits et la couleur bleue vire au jaune. La lecture de la densité optique est faite à l’aide d’un spectrophotomètre à 450 nm.

I.7.2.6 Critères de validation du test

Le test est validé si la valeur de la densité optique du contrôle positif est supérieure à

0,250 (DOCP > 0,250) et le rapport entre la moyenne de la densité optique (DO) du contrôle positif et la moyenne de la DO du contrôle négatif est supérieure à 3 (DOCP / DOCN > 3).

I.7.2.7 Calcul du titre d’anticorps

Le titre d’anticorps de chaque échantillon est obtenu par le rapport entre la valeur de la densité optique de l’échantillon (DOE _ DOCN) et la densité optique du contrôle positif (DOCP

_ DOCN). Il est calculé selon les formules suivantes.

Log10 (titre) = 1,00 fois log10 (E/P) + 3,520

Titre = 10 fois log 10 (titre)

- E/P : ration positif de l’échantillon ; - DO : densité optique ; - E : échantillon ; - CN : Contrôle négatif ; - CN : contrôle positif.

I.7.2.8 Interprétation des résultats obtenus

Un échantillon est dit positif si la valeur du titre est supérieure à 993 (Titre > 993) et dit négatif si la valeur de son titre est inférieure à 993 (Titre < 993).

TROISIEME PARTIE : RESULTATS ET INTERPRETATION

I. RESULTATS ET INTERPRETATION

I.1. RESULTATS DE LA COLLECTE DE DONNEES

Lors de l’étude sur terrain, 33 aviculteurs, 107 volailles de quatre espèces différentes (poulets gasy, oies, canards communs et dindes) ainsi que 107 sérums ont été enregistrés. La figure 15 montre le pourcentage de volailles chaque espèce.

Canards communs 3,73% Dindes 1,86%

Oies 12,14%

Poulets gasy 82,24%

Figure 15 : Représentation graphique du pourcentage des volailles par espèce

Dans les 11 quartiers étudiés dans le district d’Ambatolampy, l’élevage des poulets gasy est le plus important et tient le premier rang de l’élevage d’oiseaux. L’élevage des oies tient le deuxième rang mais l’élevage des canards communs et les dindes sont moins présents dans ces quartiers et tient le troisième rang. Ces volailles sont élevées suivant un système traditionnel.

I.1.1. La pratique de la vaccination

I.1.1.1. Pourcentage de propriétaires concernés par la vaccination

Chaque aviculteur possède environ de 1 à 10 têtes de volailles. Le tableau 3 (page 28) montre le pourcentage de ceux qui pratiquent la vaccination.

Tableau 3 : Effectifs des aviculteurs et leur pourcentage

Quartiers Effectifs des Effectifs des aviculteurs Pourcentage aviculteurs concernés par la (%) enquêtés vaccination

Andafiatsimo 5 5 100

Ambodirina 9 6 77,77

Bemasoandro 7 5 71,42

Haute Ville 2 2 100

Ambatomena 1 1 100

Behenjy 4 0 0

Morarano 1 0 0

Tsarafara 1 0 0

Ambanimaso 1 0 0

Ankododona 1 1 100

Amboanjobe 1 0 0

TOTAL 33 20 60,60

Parmi les 33 propriétaires enquêtés, 20 d’entre eux vaccinent leurs volailles et ils représentent un pourcentage de 60,60%. Le pourcentage d’éleveurs concernés par la vaccination varie d’un quartier à un autre. Il représente 100% pour les quartiers d’Andafiatsimo, haute ville, Ambatomena et Ankododona, 77,77% pour le quartier d’Ambodirina, 71,42% pour le quartier de Bemasoandro mais aucun aviculteur n’a vacciné leurs volailles pour les quartiers de Behenjy, Morarano, Tsarafara et Ambanimaso.

I.1.1.2. Pourcentage de vaccination dans chaque quartier

Le tableau 4 (page 30) illustre la répartition de volailles vaccinées dans chaque quartier.

Tableau 4 : Effectif et pourcentage de volailles vaccinées

Quartiers Effectifs de Volailles Volailles Pourcentage volailles vaccinées non (%) de vaccinées vaccination

Andafiatsimo 10 10 0 100

Ambodirina 19 12 7 63,15

Bemasoandro 23 20 3 86.95

Haute-ville 4 4 0 100

Ambatomena 2 2 0 100

Behenjy 23 0 23 0

Morarano 10 0 10 0

Tsarafara 2 0 2 0

Amboanjobe 8 0 8 0

Ambanimaso 5 0 5 0

Ankododona 1 1 0 100

TOTAL 107 49 58 45,79

Parmi les 107 volailles enregistrées durant la collecte de données, 49 d’entre elles ont été vaccinées contre la MN avec un pourcentage de 45,79% (49/107) tandis que 58 ont été non vaccinées contre la MN avec un pourcentage de 54,20% (58/107). Le pourcentage de vaccination est très élevé (100%) dans le quartier d’Andafiatsimo, de Haute- ville, d’Ambatomena et d’Ankododona. Il est assez élevé dans les quartiers de Bemasoandro (86,95%) et d’Ambodirina (63,15) et nul (0%) dans les quartiers de Behenjy, Morarano, Tsarafara, Amboanjobe et Ambanimaso. La couverture vaccinale pour les 11 quartiers étudiés est de 45,79%.

I.1.1.3. Pourcentage de vaccination chez les Gallinacées et les Palmipèdes Les quatre espèces étudiées ont été regroupées en deux familles dont la famille des Gallinacées qui est composée de poulets gasy et quelques dindes et la famille des Palmipèdes

qui comprend les oies et les canards communs. Leur pourcentage est représenté dans le tableau 5.

Tableau 5: Pourcentage de vaccination chez les Gallinacées et les Palmipèdes.

Famille Effectifs Volailles Volailles non Pourcentage

vaccinées vaccinées (%)

Gallinacées 90 49 41 54,45

Palmipèdes 17 0 17 0

Puisque la famille des gallinacées est la plus sensible à la maladie de Newcastle, elle est la plus vaccinée (54,45%) par rapport aux Palmipèdes (0%). Chez les Gallinacées, le pourcentage de vaccination représente 54,45%.

I.2. RESULTATS DE L’AUTOPSIE

I.2.1. Résultat de l’examen externe

La figure 16 montre l’état général de poulet normal (sain) et de poulet malade.

(a) (b)

Figure 16 : (a) Poulet normal (sain) ; (b) Poulet malade

L’examen externe d’un poulet malade a permis d’observer les symptômes suivants : tremblement du corps, torticolis dont la tête fait des mouvements de haut en bas et est portée soit en arrière soit sur le côté droit ou gauche, paralysie de l’appareil locomoteur (les pattes sont paralysées) et les fientes sont caractérisées par une diarrhée verdâtre.

I.2.2 Résultats de l’examen interne

Les différentes lésions rencontrées lors de l’examen interne sont montrés par les figures 17 (page 32) ; figure 18 (page 33) ; figure 19 (page 33) et figure 20 (page 34).

 Lésions digestives

Les lésions digestives sont observées au niveau des différents segments du tube digestif. Elles sont caractérisées par des zones hémorragiques au niveau du gésier et par des pétéchies hémorragiques au niveau de la muqueuse intestinale (figure 17).

(a) (b)

Figure 17: (a) Aspect normal du gésier ; (b) Pétéchies sous la cuticule du gésier ; (c) Aspect normal de l’intestin ; (d) pétéchies hémorragiques au niveau de l’intestin

 Lésions cardiaques

Des lésions hémorragiques au niveau de l’épicarde et sur la graisse du myocarde ont été rencontrées (figure 18, page 33).

(a) (b)

Figure 18 : (a) Cœur normal ; (b) Lésions hémorragiques cardiaques

 Les lésions respiratoires

Les lésions respiratoires sont caractérisées par l’augmentation du volume du poumon (congestionné) et des hémorragies au niveau de la trachée (figure 19).

(a) (b)

Figure 19 : (a) Aspect normal du poumon ; (b) Poumon congestionnée ; (c) Aspect normal de la trachée ; (d) Hémorragie trachéale

 Lésions génitales

Les lésions génitales sont caractérisées par des ovaires congestionnés avec des ovules hémorragiques (figure 20, page 34).

(a) (b)

Figure 20 : (a) Aspect normal des grappes ovariennes ; (b) Ovaire congestionné

Les lésions rencontrées lors de l’autopsie s’agissent en général de pétéchies hémorragiques au niveau de différents organes. Elles sont d’origines digestives, cardiaques, respiratoires et génitales. Le tableau 6 récapitule les différentes lésions rencontrées pendant l’autopsie.

Tableau 6 : Tableau récapitulatif des lésions rencontrées

Organes Lésions rencontrées

Gésier Pétéchies hémorragiques sous la cuticule du gésier

Cœur Lésions hémorragiques

Trachée Hémorragies au niveau de la trachée

Poumons Poumon congestionné (plus lourde que la normale)

Intestin Pétéchies hémorragiques des muqueuses intestinales

Ovaires Congestion avec des ovules hémorragiques

I.3 RESULTATS DU TEST ELISA

Le résultat final de ce test dépend de la valeur de la densité optique de chaque échantillon après la lecture sur le spectrophotomètre à 450 nm et la valeur du titre.

I.3.1 Résultats sérologiques dans chaque quartier

Le tableau 7 présente la répartition des prélèvements séropositifs dans chaque quartier.

Tableau 7 : Résultats sérologiques dans chaque quartier

Quartiers Nombre de Résultats Résultats Séroprévalence sérums positifs négatifs (%) analysés

Morarano 10 6 4 60

Behenjy 22 10 12 45,45

Ambanimaso 5 2 3 40

Ambodirina 19 6 13 31,57

Ambatomena 2 1 1 50

Haute-ville 5 4 1 80

Bemasoandro 23 20 3 86,95

Andafiatsimo 10 6 4 60

Ankododona 1 1 0 100

Tsarafara 2 2 0 100

Amboanjobe 8 0 8 0

TOTAL 107 58 49 54,20

La séroprévalence varie d’un quartier à un autre. Elle est vraiment importante pour les quartiers d’Ankododona et Tsarafara (100 %), 86,95% pour le quartier de Bemasoandro, 80% pour le quartier de Haute-Ville, 60% pour le quartier d’Andafiatsimo et Morarano, 50% pour le quartier d’Ambatomena, 45,45% pour le quartier de Behenjy, 40% pour le quartier d’Ambanimaso, 31,57% pour le quartier d’Ambodirina. Mais pour le quartier d’Amboanjobe, les 08 prélèvements analysés ont été tous négatifs.

I.3.2. Résultats sérologiques selon la vaccination

Les résultats sérologiques des volailles vaccinées et non vaccinées sont présentés dans le tableau 8 (page 36).

Tableau 8 : Résultats sérologiques pour les volailles vaccinées et non vaccinées.

Vaccination Effectifs de Résultats Résultats Séroprévalence

volailles séropositifs séronégatifs %

Vacciné 49 35 14 71,42

Non vacciné 58 23 35 39,65

TOTAL 107 58 49 54,20

Ces résultats indiquent que les sérums de 35 volailles vaccinées testées séropositives (71,42%) ont des anticorps d’origine vaccinale tandis que les sérums de 23 volailles non vaccinées testées séropositives signalent le contact de virus de la MN.

I.3.3 Résultats sérologiques selon les familles

La figure 21 montre la séroprévalence chez les familles de Gallinacées et de Palmipèdes.

70%

60%

50%

40%

30% Pourcentage Pourcentage 20%

10%

0% Gallinacées Palmipèdes

Figure 21 : Séroprévalence chez les Gallinacées et les Palmipèdes.

La séroprévalence est élevée chez les Gallinacées avec un pourcentage de 63,33 % mais très faible chez les Palmipèdes (5,88 %). Ces résultats montrent que les Gallinacées sont les plus sensibles à la maladie de Newcastle tandis que la famille des Palmipèdes est beaucoup plus résistante face à cette maladie.

I.3.4. Séroprévalence de la MN dans le district d’ Ambatolampy

La figure 22 montre la séroprévalence de la MN dans le district d’ambatolampy.

60%

50%

40%

30%

Pourcentage 20%

10%

0% Séropositivité Séronégativité

Figure 22 : Séroprévalence de la MN dans le district d’Ambatolampy.

Après l’analyse des 107 sérums, 58 ou 54,20% d’entre eux présentaient une valeur du titre supérieur à 993. Ces échantillons sont donc séropositifs. La séropositivité est très importante chez les dindes avec un pourcentage de 100%, 62,5% chez les poulets gasy, et faible (25%) chez les canards communs mais 0% chez les oies qui sont considérés comme les espèces les plus résistantes à la MN. La séropositivité veut dire que les sérums sont dotés d’anticorps anti-APMV-1.

DISCUSSION

La MN est la principale maladie aviaire qui limite le développement du secteur d’élevage avicole dans les pays africains y compris Madagascar (Maminiaina, 2015). Dans le district d’Ambatolampy, la plupart des éleveurs suit le système traditionnel c’est-à-dire que leurs volailles sont laissées en divagation, avec une faible taille du cheptel (généralement de 1 à 20 têtes par famille). Ce type d’élevage est caractérisé par la mixité des espèces (Copland et Alders, 2009 ; dos Anjos, 2007 ; Koko et al., 2006a) dont il existe généralement des poules, quelques dindes, des canards et des oies (Koko et al., 2006 a). Dans cette étude, les poulets constituent 82,24% du cheptel. Selon les éleveurs, ils sont faciles à élever par rapport aux autres volailles (ne demande aucune attention particulière) et constituent une source de revenus réguliers pour les éleveurs (Sonaiya et Swan, 2004 ; Boko et al., 2012). Cette facilité d’élevage constitue un des facteurs qui favorisent son expansion. Les oies (12,14 %), les canards communs (3,73 %) et les dindes (1,86 %) sont presque moins présents dans l’aviculture à cause de leurs difficultés d’élevage et leurs coûts très chers.

A l’autopsie, des lésions hémorragiques sous forme de pétéchie au niveau du proventricule et sous la cuticule du gésier ont été rencontrées. L’étude réalisée par Emmanuel en 1980 a montré que ces lésions sont caractéristiques de la MN. Une autre étude de Bahlouli a permis d’expliquer que certaines lésions observées à l’autopsie sont dites pathognomiques (ne sont pas spécifiques d’une maladie) telles que les lésions hémorragiques au niveau du cœur et des pétéchies au niveau de la trachée. Ces derniers peuvent être également rencontrés lors de la Peste aviaire (Lezzar, 2018 ; Bahlouli, 2018). Cependant, toutes les lésions découvertes à l’autopsie ont été confirmées par le test ELISA.

Cette étude a montré que la prévalence de la MN obtenue par le test ELISA dans le district d’Ambatolampy est de 54,20% dans les 11 quartiers étudiés.

A Madagascar, des résultats similaires à ce résultat ont été trouvés. En effet, une séroprévalence de 56% dans la région Analamanga, 50% dans la commune Ambovombe, Ambanisaraka et Anjeky Beanatara (régions Androy). Les résultats d’une étude effectuée par Randriamamisolonirina dans la commune Maroloamainty Betsimeda et par Andriamaroarison dans le district de Vatomandry montrent des séroprévalences plus élevées de 100% et de 92,31% respectivement. En revanche, elles sont faibles dans l’étude réalisée par Porphyre (36,5%) et Randriamamisolonirina dans la commune Sihanamaro (10%) de la région d’Androy (Randriamamisolonirina, 2017 ; Andriamaroarison, 2017 ; Porphyre, 2000).

La vaccination constitue la meilleure stratégie de lutte contre la MN (Csatary, et al., 1993). Dans le district d’Ambatolampy, la totalité des volailles vaccinées représente un pourcentage de 45,79%. Ce taux est considéré comme élevé par rapport aux résultats obtenus par Andriamaroarison en 2017 (Andriamaroarison, 2017) dans le district de Vatomandry, 7,32% des volailles seulement ont été vaccinés et par Bemananjary en 2015 que dans le district d’Andapa, 17% des volailles ont été vaccinés contre la MN.

Le taux de vaccination (45,79%) est trouvé seulement chez les poulets gasy, car les dindes, les canards communs et les oies n’ont pas été vaccinées contre la MN. Cela peut être expliqué par deux raisons : premièrement, pour les dindes, elles sont moins présentes dans l’élevage avicole et deuxièmement, pour les oies et les canards communs, ils sont considérés comme des espèces résistantes à la MN ainsi que la dose de vaccination est différente de celle des poulets. L’étude faite par Dai Yabin et al en 2008 a montré que les palmipèdes nécessitent une double dose à celui des poulets pour recevoir une protection adéquate (Dai Yabin et al, 2008).

Cette étude a montré que les Gallinacées sont les plus touchées par la MN avec une séroprévalence élevée chez les dindes (100%) et 63,33% chez les poulets gasy. En revanche, l’étude faite par Randriamamisolonirina dans la région d’Androy a montré que l’effectif des individus séropositifs est faible (24,5%) chez les dindes et élevé (52%) chez les poulets (Randriamamisolonirina, 2017). Malgré la différence de ces résultats, les Gallinacées sont toujours les plus sensibles à la MN.

Les Palmipèdes sont faiblement atteints par cette maladie avec une séroprévalence de 5,88%. Par contre une étude faite en 2011 dans la région d’Alaotra a montré une séroprévalence de 47,77% chez les Palmipèdes (Mamianiaina, 2011). Mais malgré cette séroprévalence, les Palmipèdes ne sont pas considérés comme des espèces sensibles à la MN mais réceptifs car ils constituent un réservoir pour les APMV-1 (Munir et al., 2010). Cela peut être expliqué que les Palmipèdes ont des anticorps résistants face aux infections de l’APMV-1.

Les 35 prélèvements vaccinés qui sont positifs au test indiquent le rôle des anticorps induits par le vaccin en protégeant les poulets. Par contre, les 14 prélèvements issus de poulets vaccinés mais négatifs au test pourrait être expliqué par la dose et le rappel non fait à temps. Des études ont montré qu’une seule dose de vaccin ne donne pas une protection totale contre le virus. Par conséquent, le taux d’anticorps obtenu lors d’une simple dose est faible

par rapport à ceux des volailles qui reçoivent une double dose. Une simple administration de vaccin ne peut engendrer qu’une faible réponse immunitaire. Pour avoir une protection plus efficace, le rappel vaccinal est nécessaire (Al-Zubeedy, 2009).

Chez les 23 prélèvements issus des volailles non vaccinées qui sont positifs au test expliquent que leurs sérums ont été déjà en contact avec le paramyxovirus de type 1 ou APMV-1.

Cependant, cette étude présente des limites y compris la taille des échantillons (107) étudié car la plupart des aviculteurs ont refusé de participer à cette étude. Cet effectif n’est pas représentatif de l’ensemble d’élevage avicoles observés dans le site d’étude.

CONCLUSION ET PERSPECTIVES

CONCLUSION ET PERSPECTIVES La MN constitue un obstacle majeur à l’amélioration de l’aviculture pour les éleveurs. Aucun traitement spécifique n’est disponible jusqu’à maintenant. La vaccination reste le seul moyen de lutte.

L’objectif de cette étude est de diagnostiquer la maladie de Newcastle dans le district d’Ambatolampy par la technique ELISA et l’autopsie (qui représente le « trait d’union » entre le terrain et le laboratoire). Durant cette l’étude, 107 échantillons ont été enregistrés dont 58 ont été révélés séropositifs avec une prévalence de 54,20%. Cette étude montre que les Gallinacées sont les espèces les plus sensibles à cette maladie avec une séroprévalence de 64,45% que les Palmipèdes 5,88%.

L’hypothèse sur la dépendance entre la séroprévalence de la maladie de Newcastle et les espèces touchées a été vérifiée.

Afin de diminuer la propagation de cette maladie, les recommandations suivantes sont proposées :

 La prise des mesures de biosécurité adéquate comme le nettoyage et la désinfection régulière des poulaillers et les matériels d’élevage souillé.  L’interdiction de l’introduction de nouveaux sujets pendant les périodes d’épidémies car une fois le virus est introduit, tous les animaux risquent d’être infectés.  L’isolement de tous les oiseaux malades.

En perspective, nous envisagerons :

 D’augmenter le nombre suffisant de vétérinaires et des techniciens spécialisés surtout en milieu rural (assuré par le Service de l’Elevage) qui devra répondre aux appels des éleveurs.  De sensibiliser les éleveurs pour la pratique de la vaccination et la nécessité de la revaccination.  De réduire le coût des vaccins en augmentant le nombre de laboratoire de santé animale, surtout en milieu rural, qui réalisera la fabrication des vaccins et du diagnostic des maladies aviaires.

REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES ET WEBOGRAPHIQUES

REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES

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WEBOGRAPHIES

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3. https://www.aphis.usda.gov/animal_Health/vet_biologic/VIRSOP-2007

ANNEXES

ANNEXE 01: FICHE DE PRELEVEMENT

Chaque prélèvement comporte les renseignements suivants :

Numéro de prélèvement :

Date de prélèvement :

Date de réception :

Propriétaire :

Lieu d’origine :

District :

Région :

Numéro LNDV :

Espèce :

Nombre de prélèvement :

Vaccination :

Date d’analyse :

Résultats :

ANNEXE 02 : FICHE D’AUTOPSIE

Manipulateur : ...... Date :…../…../…… N° Labo : ...... Espèces : ...... Nombre : …… Nature de prélèvement : ......

……………………………………………………………….……………… ……………………………………………………………………………… ……………………………………………………………………………… ……………………………………………………………………………… …………………………………………………………………………….. …………………………………………………………………...... ……………………………………………………………………………… ……………………………………………………………………………… ……………………………………………………………………………… EXAMEN ……………………………………………………………………………… LESIONNEL ……………………………………………………………………………… ……………………………………………………………………………… ……………………………………………………………………………… ………………………………………………………………………………. ………………………………………………………………………………. ………………………………………………………………………………. ……………………………………………………………………………….

………………………………………………………………………………. CONCLUSION ……………………………………………………………………………….

Codification Version Date d’application

1 21/10/2008

F Feuille d’autopsie

ANNEXE 03 : LES ELEMENTS CONSTITUTIFS DU KIT ELISA INDIRECT

1. Microplaque ELISA

Microplaque recouverte des antigènes spécifiques aux anticorps rechercés (prêt

à l’emploi).

2. Contrôle positif :

Flacon à bouchon rouge,contient 3.5 ml du contrôle positif prêt à l’emploi.

3. Contrôle négatif :

Flacon à bouchon bleu,contient 3.5 ml du contrôle négatif prêt à l’emploi.

4. Solution de lavage

Flacon à bouchon blanc contenant 60 ml de solution de lavage concentré (20 fois).

Préparation: dilution 1/20

 1 ml de la solution de lavage concentrée est dilué dans 19 ml d’eau distillée.

III

5. Tampon de dilution 14 (Dilution Buffer 14)

Ce flacon contient 60 ml de tampon

de dilution 14 (utilisé pour la dilution des sérums)

Préparation: dilution des sérums à tester

 5µl de sérum à tester est dilué dans 245 µl de tampon de dilutuion 14

6. Tampon de dilution 3 (Dilution Buffer 3)

Ce flacon contient 60 ml de tampon

de dilution 3 (utilisé pour la dilution du conjugué)

Préparation: dilution 1/10

 1ml de conjugué concentré est dilué dans

9 ml de tampon de dilutuion 3

7. Conjugué

Flacon contenant 7 ml de conjugué concentré (10 fois).

Préparation : dilution 1/10

 1ml de conjugué concentré est dilué dans 9 ml de tampon de dilution 3 (Dilution Buffer 3)

8. Solution de substrat

Flacon à bouchon noir contenant 60 ml de substrat chromogène TMB

(3,3’, 5,5’- Tétraméthylbenzidine)

9. Solution stop

Flacon à bouchon rouge contenant 60 ml de solution stop prêt à l’emploi.

ANNEXE 04 : LES MATÉRIELS UTILISÉS POUR LE TEST ELISA

Lecteur Elisa Vortex XH-C Centrifugeuse EBA 8 MULTISCAN EX

Incubateur SELECTA® Congélateur Pipette multicanaux

Micropipettes® P100, P200, P1000

Bac pour l’expiration des déchets

Quelques matériels utilisés pour l’autopsie :

 Une pince de préhension  Une paire de ciseaux (fins et forts)  Un bistouri à lames interchangeables

VII

ANNEXE 05: PLAQUE DE PREPARATION DES ECHANTILLONS ET PLAN DE PLAQUE.

Afin de respecter la durée d’incubation, la préparation des échantillons (dilution) ont été effectuée dans les plaques de préparation avant de les transférer dans la microplaque ELISA.

Plaque de préparation (Dilution 1/50 : 5µl des échantillons à tester dans 245 µl de tampon de dilution 14)

VIII

Pour éviter l’erreur du dépôt des échantillons, il est nécessaire de préparer un plan de plaque.

ORGANISATION D’UN PLAN DE PLAQUE

Laboratoire National de Diagnostic Vétérinaire – SEROLOGIE Date : …. /…. /…. Manipulateur : …………………………………… Série : ELISA : ……………………………………

Kit : ……………………………………

N° Lot : ……………………………………

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12

D:\PRELEVEMENT\ plan de plaque ELISA

ABSTRACT

Author : RAZAFIARIMANANA Micheline

E-mail : [email protected]

Title : Diagnosis of Newcastle disease in Ambatolampy district by ELISA technique and autopsy

Newcastle disease, a serious avian disease, is one of the leading causes of poultry mortality in the world. To avoid the severity of this disease, diagnosis of the disease is important.

A prospective study was carried out at LNDV located in Anosimasina Itaosy on avian blood samples collected in the Ambatolampy district for the diagnosis of ND. Two techniques were used : the enzyme-linked immunosorbent method by ELISA technique and the autopsy.

Indeed, among the 107 samples of the sera analyzed, 58 (54,20%) are found to be seropositive in the ELISA test. The 35 vaccinated samples tested seropositive confirmed the efficacy of the vaccines, with a seroprevalence of 71,42%. On the other hand, for the 23 unvaccinated samples tested seropositive, show the passage of APMV-1 in the district of Ambatolampy with a seroprevalence of 39,65%. The diagnoses suspected at the autopsy were confirmed by the indirect ELISA test.

Depending on the species, the seroprevalence is high in Gallinaceae with a percentage of 64,45% against 5,88% in Palmipeds. The results obtained confirm that the management of this disease is necessary in Gallinaceae.

Keywords : Newcastle disease, Paramyxovirus type 1, seroprevalence, autopsy, lesions, ELISA technique.

Supervisors: Professor RANDRIANARIVO Ranjàna

Doctor RANDRIAMPARANY Tantely

RESUME

Auteur : RAZAFIARIMANANA Micheline

E-mail : [email protected]

Titre : Diagnostics de la maladie de Newcastle dans le district d’Ambatolampy par la technique ELISA et l’autopsie

La maladie de Newcastle, une maladie aviaire grave, constitue une des principales causes de mortalité de volailles au monde. Pour éviter la gravité de cette maladie, le diagnostic de la maladie est important.

Une étude prospective a été réalisée au sein de LNDV sis à Anosimasina Itaosy sur les prélèvements sanguins aviaires collectés dans le district d’Ambatolampy en vue du diagnostic de la MN. Deux techniques ont été utilisées : la méthode immuno-enzymatique par la technique ELISA et l’autopsie

En effet, parmi les 107 échantillons des sérums analysés, 58 (54,20%) sont révélés séropositifs au test ELISA. Les 35 prélèvements issus de volailles vaccinées testés séropositifs ont confirmé l’efficacité des vaccins, avec une séroprévalence de 71,42%. Par contre, pour les 23 prélèvements issus de volailles non vaccinées testés séropositifs montrent le passage de l’APMV-1 dans le district d’Ambatolampy avec une séroprévalence de 39,65%. Les diagnostics suspectés lors de l’autopsie ont été confirmés par le test ELISA indirect.

Selon les espèces, la séroprévalence est élevée chez les Gallinacées avec un pourcentage de 64,45% contre 5,88% chez les Palmipèdes. Les résultats obtenus confirment que la prise en charge de cette maladie s’avère nécessaire chez les Gallinacées.

Mots clés: Maladie de Newcastle, Paramyxovirus de type 1, séroprévalence, autopsie, lésions, technique ELISA.

Encadreurs: Professeur RANDRIANARIVO Ranjàna

Docteur RANDRIAMPARANY Tantely