Potentialites Microbiologiques Des Sols Rhizospheriques De Cinq Especes Vegetales De L'ecosysteme Minier De Mandena Fort Dauph

FACULTE DES SCIENCES DOMAINE : SCIENCES ET TECHNOLOGIES MENTION BIOCHIMIE FONDAMENTALE ET APPLIQUEE ******************************* MEMOIRE POUR L’OBTENTION DU DIPLOME DE MASTER PARCOURS BIOTECHNOLOGIES POTENTIALITES MICROBIOLOGIQUES DES SOLS RHIZOSPHERIQUES DE CINQ ESPECES VEGETALES DE

L’ECOSYSTEME MINIER DE MANDENA FORT DAUPHIN (Mimosa latispinosa, Leptolaena pauciflora, Aphloia theiformis, Hymenaea verrucosa, Psorospermum revolutum)

Présenté par : RAKOTOMALALA Rijanirina Maître ès Sciences Soutenu publiquement le 08 Janvier 2021 devant le jury composé de : Président : Professeur RAHERIMANDIMBY Marson Encadreurs : Professeur RAMANANKIERANA Heriniaina Docteur BAOHANTA Rondro Harinisainana Examinateurs : Professeur TSIRINIRINDRAVO Herisetra Lalaina Docteur RANDRIANIERENANA Ando Lalaniaina

« Tout ce qui doit arriver arrivera, quels que soient vos efforts pour l’éviter. Tout ce qui ne doit pas arriver n’arrivera pas, quels que soient vos efforts pour l’obtenir. » Ramana Maharshi

« Ary fantatsika fa ny zavatra rehetra dia miara-miasa hahasoa izay tia an'Andriamanitra, dia izay voantso araka ny fikasany rahateo ». Romana 8 :28

Remerciement Avant toute chose, nous tenons à remercier Dieu de nous avoir donné le courage, la force, la santé ainsi que la volonté afin de parvenir à l’achèvement de ce mémoire. Le présent travail est le fruit d’une collaboration étroite entre le Laboratoire de Biotechnologie-Microbiologie de la Mention Biochimie Fondamentale et Appliquée de la Faculté des Sciences de l’Université d’Antananarivo et le Laboratoire de Microbiologie de l’Environnement (LME) du Centre National de Recherche sur l’Environnement (CNRE).

Nous tenons donc à adresser nos vifs et sincères remerciements aux personnes suivantes :

Messieurs le Professeur RAHERIMANDIMBY Marson et le Docteur RAMAHAZOSOA Irrish Parker, Doyens successifs de la Faculté des Sciences de l’Université d’Antananarivo, Monsieur le Responsable de la Mention Biochimie Fondamentale et Appliquée de la Faculté des Sciences le Professeur RANDRIANARIVO Hanitra Ranjàna et Monsieur le Responsable du parcours Biotechnologies le Professeur TSIRINIRINDRAVO Herisetra Lalaina de m’avoir permis de soutenir ce mémoire de fin d’études.

Monsieur le Professeur RAMANANKIERANA Heriniaina et Monsieur le Docteur Yves JEAN MICHEL Mong, les Directeurs successifs du CNRE, Monsieur le Docteur RANDRIAMBANONA Herizo, Chef du Département « Ecosystèmes Terrestres » du CNRE et Monsieur le Professeur RASOLOMAMPIANINA Rado, Chef du Laboratoire de Microbiologie de l’Environnement du CNRE de m’avoir accueilli chaleureusement au sein de cette institution.

Nous adressons également notre profonde gratitude à :

❖ Professeur RAHERIMANDIMBY Marson, de nous avoir fait le grand honneur d’accepter de présider le jury de ce mémoire. ❖ Professeur RAMANANKIERANA Heriniaina, Docteur BAOHANTA Rondro Harinisainana, qui ont bien voulu encadrer et diriger notre travail ; pour sa disponibilité à la réalisation de ce mémoire malgré ses multiples responsabilités, sa rigueur scientifique et ces précieux conseils nous ont permis de travailler dans les meilleures conditions. ❖ Professeur TSIRINIRINDRAVO Herisetra Lalaina et Docteur RANDRIANIERENANA Ando Lalaniaina, qui ont accepté d’apporter leurs compétences dans le jugement de ce travail, malgré leurs nombreuses occupations.

Au Docteur RAKOTOARIMANGA Nirina Christophe, Docteur ANDRIANANDRASANA Martial Doret, Docteur RAZAKATIANA Adamson Tsoushima Ernest et Madame RATSIZAFY Irinah, chercheurs au Centre National de Recherche sur l’Environnement (CNRE) qui ont grandement contribué au succès de ce travail.

Toute l’équipe du LME : chercheurs, stagiaires, personnels et techniciens ; mes remerciements à tous pour votre accueil et tous vos conseils.

Je tiens à exprimer également ma profonde reconnaissance à ma famille particulièrement à mes parents qui m’ont toujours soutenue durant toutes mes années d’étude, à mon frère et à mes sœurs qui m’encouragent et m’ont réconforté en tout moment. Enfin, à mes amis et à tous ceux qui, de près ou de loin, ont contribué à la réalisation de ce mémoire.

Table des matières

Table des matières GLOSSAIRE ...... i LISTE DES ABREVIATIONS ...... ii LISTE DES FIGURES ...... iii LISTE DES TABLEAUX ...... iii LISTE DES ANNEXES ...... iii INTRODUCTION ...... 1 SYNTHESE BIBLIOGRAPHIQUE ...... 4 I.1. Le sol ...... 4 I.2. La rhizosphère et les microorganismes rhizosphériques ...... 4 I.1.2. La rhizosphère ...... 4 I.2.2. Les microorganismes rhizosphériques ...... 5 I.2.2.1. Les bactéries capables de solubiliser le phosphate ...... 5 I.2.2.2. Les Pseudomonas fluorescents ...... 6 I.2.2.3. Les Actinomycètes ...... 7 I.2.2.4. Les champignons mycorhiziens ...... 7 I.3. Les activités enzymatiques dans le sol ...... 9 I.3.1. Les oxydoréductases ...... 9 I.3.2. Les hydrolases ...... 9 I.3.3. Les enzymes hydrolysant le di-acétate de fluorescéine ...... 10 I.4. L’exploitation minière dans la région de l’Anosy ...... 10 I.4.1. Projet d’exploitation minière de la société QIT Madagascar Minerals (QMM) ..... 10 I.4.2. Impact environnemental de l’extraction d’ilménite sur le site de Mandena ...... 10 I.4.3. Notion de restauration écologique ...... 11 I.4.4. Espèces pionnières ...... 12 I.4.5. Le phénomène de facilitation : effet plante nurse ...... 12 II. MATERIELS ET METHODES ...... 13 II.1. Zone d’étude ...... 13 II.1.2. Les échantillons de sol ...... 13 II.2. Méthodes ...... 13 II.2.1. Mesure des activités microbiennes du sol ...... 13 II.2.1.1. Activité microbienne globale du sol ...... 14 II.2.1.2. Mesure des activités des phosphatases du sol ...... 14 II.2.2. Evaluation du potentiel infectieux mycorhyzogènes (PIM) des sols ...... 15

Table des matières

II.2.2.1. Extraction et comptage des spores de champignons endomycorhiziens (MVA) ...... 15 II.2.2.2. Diversité spécifique des champignons mycorhiziens associés aux sols d’étude ...... 16 II.2.2.3. Evaluation du Potentiel Infectieux Mycorhizogènes (PIM) du sol ...... 16 II.2.3. Dénombrement des microorganismes du sol...... 17 II.2.3.1. Dénombrement des bactéries solubilisatrices de phosphate ...... 17 II.2.3.2. Dénombrement des Actinomycètes ...... 18 II.2.3.3. Dénombrement des Pseudomonas fluorescents ...... 18 II.3. Analyse statistique des données ...... 18 III. RESULTATS ...... 20 III.1. Activité microbienne globale des sols ...... 20 III.3. Potentiel Infectieux Mycorhizogène des sols ...... 21 III.3.1. Densité des spores de champignons mycorhiziens (MVA) ...... 21 III.2.2.3. Diversité spécifique des champignons mycorhiziens dans les sols étudiés ... 22 III.2.3. Potentiel Infectieux Mycorhizogène (PIM) des sols ...... 23 III.3. Densité des microorganismes bénéfiques dans le sol d’étude ...... 24 III.3.1. Nombre des Bactéries Solubilisatrices de Phosphate (BSP) ...... 24 III.3.2. Nombre des Actinomycètes...... 25 III.3.3. Nombre des Pseudomonas ...... 26 III.4. Relations entre le type de sol et les propriétés microbiologiques des sols étudiés ...... 26 IV. DISCUSSION ...... 29 CONCLUSION ET PERSPECTIVES ...... 34 REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES ...... 36 ANNEXES

Glossaire

GLOSSAIRE Enzyme : Protéine catalytique spécifique de la réaction catalysée et des substrats. Espèce pionnière : Espèce capable de coloniser un milieu instable, très pauvre en matière organique et aux conditions édaphiques et climatiques difficiles. Hôte : individu qui héberge un parasite ou un symbiote dont il a investi les tissus. Dans les cas des champignons parasites, l’hôte est toujours spolié. Dans le cas de symbioses fongiques ou bactériennes, il y a une association avec l’hôte. Hyphe : filament mycélien qui constitue l’appareil végétatif des champignons. Manteau : Couche de mycéliums qui entourent les cellules corticales de la plante (caractéristique des ectomycorhizes). Mycorhize : Association entre un champignon et la racine d’une plante ou des structures symbiotiques associant les cellules racinaires et les organes végétatifs des champignons. Mycotrophe : Qui porte sur leur racine des champignons dit mycorhizes, une plante mycotrophe est dépendante des associations mycorhiziennes. Propagule : Organe de dissémination et de reproduction (non sexuelle) d’un être vivant végétal, bactérien ou fongique (spores, kystes). Pyoverdine : Pigment hydrosoluble jaune vert qui fluoresce sous rayonnement ultraviolet (UV) à 230nm. Rhizosphère : Interface ou région du sol sous l’influence directe de la racine. Sidérophores : sont chélateurs de fer synthétisés et sécrétés notamment par les microorganismes pour leur permettre de puiser le fer essentiel à leur développement. Ce sont des molécules de faibles poids moléculaires ayant une très forte affinité pour l'ion Fe3+. Les sidérophores sont des peptides capables de former des complexes [sidérophores Fe3+] qui permettront d'internaliser le fer nécessaire au fonctionnement de la cellule. Spores : cellules isolées, ou amas pluricellulaire pouvant contribuer, en germant, à la propagation d’une espèce par la voie végétative. Symbiose : Désigne un état morpho-anatomique : deux organismes vivant ensemble, établissant une relation bénéfique pour les deux partenaires. Ubiquiste : qui se trouve partout en même temps.

Liste des abréviations

LISTE DES ABREVIATIONS

ANOVA : Analyse of variance BSP : Bactéries Solubilisatrices de Phosphate CNRE : Centre National de Recherches sur l’Environnement DO : Densité Optique E : Essai FDA : Fluorescéine Di Acétate LME : Laboratoire de Microbiologie de l’Environnement M : masse molaire MVA : Mycorhize à Vésicule et Arbuscule. NPP : Nombre le Plus Probable PBS : Phosphate Buffered Saline PGPR : Plant Growth Promoting Rhizobacteria PIM : Potentiel Infectieux Mycorhizogène du sol p-NPP : para-NitroPhénylPhosphate QMM : Qit Madagascar Minerals SD : Sol Déminéralisé SEP2D : Sud Expert Plante pour un Développement Durable SER : Society for Ecological Restauration TCP : Phosphate de Calcium Tricalcique TE : Témoin Enzyme TFC : Sol Forêt dans la zone de Conservation

Listes figures, des tableaux, des annexes

LISTE DES FIGURES Figure 1 : Représentation schématique des trois zones de la rhizosphère...... 5 Figure 2 : Représentation Schématique de la solubilisation du phosphore dans le sol par les rhizobactéries ...... 6 Figure 3 : Illustrations des principaux types mycorhiziens actuels représentés sur une coupe transversale de racine ...... 8 Figure 4 : Etat du site après remblayage du bassin artificiel ...... 11 Figure 5: Activité microbienne globale des sols rhizosphériques ...... 20 Figure 6 : Quantité des produits d’hydrolyse du phosphate en milieu acide...... 21 Figure 7: Densité totale des spores selon les types de sol rhizosphériques...... 22 Figure 8 : Potentiel Infectieux Mycorhizogène selon les types de sols rhizosphériques...... 24 Figure 9 : Densité des Bactéries Solubilisatrices de Phosphate dans le sol ...... 24 Figure 10 : Densité d’Actinomycètes dans le sol...... 25 Figure 11 : Densité de Pseudomonas dans le sol ...... 26 Figure 12 : Relations entre le type de sol et les propriétés microbiologiques des sols étudiés 27

LISTE DES TABLEAUX Tableau 1 : Echantillonnage des sols ...... 13 Tableau 2 : Proportion des mélanges de sable stérilisé et de sols non stérilisés pour l’évaluation du Nombre le Plus Probable de propagule (NPP) dans le sol...... 16 Tableau 3 : Diversité spécifique des champignons mycorhiziens associés aux sols rhizosphériques étudiés...... 23

LISTE DES ANNEXES Annexe 1 : Composition de la gamme étalon préparée à partir d’une solution standard de fluorescéine Annexe 2 : Préparation des solutions tampon. Annexe 3 : Composition des milieux de culture et de la solution de PBS Annexe 4 : Préparation des solutions pour la coloration des racines Annexe 5 : Calcul du nombre le plus probable de propagule Annexe 6 : Classification des cinq espèces végétales Annexe 7 : Le Projet DECORE

iii

Introduction

INTRODUCTION L’exploitation minière consiste à extraire des roches ou des minerais pour en construire des matériaux possédant une valeur économique après des procédés de transformation (Poulard et al., 2017). Cette activité d’exploitation minière conduit à une altération des caractéristiques écologiques du milieu dont les premiers symptômes sont la réduction du couvert végétal (ELAW, 2010 ; Wang et al., 2012) et la dégradation des caractéristiques physiques, chimiques et biologiques des sols (Simon et al., 2014 ; Chenot et al., 2018). La contamination par les produits chimiques et les métaux lourds provenant des activités minières est un autre facteur de dégradation des sols (Fonseca et al., 2011), car elle affecte l’activité microbienne dans les sols et par conséquent la diminution de sa fertilité, des stress considérables chez les plantes, provoquant des pertes dans la productivité végétale (Yuan et al., 2015). Face à cette destruction, la remise à l’état initial du milieu s’avère être un processus difficile, car il faut tenir compte de plusieurs paramètres souvent interdépendants les uns des autres (Balaguer et al., 2014). La restauration écologique est l’une des actions adoptées pour permettre ce retour à l’état initial. Il s’agit d’une action intentionnelle visant à initier ou accélérer l’auto-réparation ou l’amélioration de la structure et des fonctions basiques d’un écosystème dégradé, endommagé ou détruit suite à des perturbations (SER, 2004 ; Suding, 2011). Plusieurs approches qui ont fait leurs preuves peuvent être utilisées pour la restauration écologique en ne citant que : le recouvrement du substrat géologique post- extraction, soit avec une couche de terre végétale extraite du site avant l’exploitation et conservée en tas pendant l’exploitation de la carrière (couche arable ou topsoil) (Simon et al., 2014), soit avec un sol artificiellement créé (Weber et al., 2015) ; les deux couplés ou non avec l’introduction d’espèces végétales comme les plantes nurses et des microorganismes associés qui faciliteraient l’installation des autres espèces végétales par la suite (Cristofoli et Mahy, 2010) . Toutes ces approches devront cependant tenir compte des effets que pourraient avoir le sol de recouvrement sur la germination et le développement de ces plantes (Razanadraibe, 2019). Dans tous les cas, les associations mutualistes entre les plantes et les microorganismes du sol sont des éléments importants durant ce processus pour améliorer la reconstruction du sol et participer ainsi au re-démarrage des processus biogéochimiques à la base de l’installation, de la survie et du développement des espèces végétales (Padilla et Pugnaire 2006 ; Baohanta, 2011 ; 2012). Cependant, quelque soit le type d’approche, les défis majeurs de la restauration consistent à préserver la biodiversité ainsi que la résilience des écosystèmes face aux 1

Introduction changements environnementaux, et à assurer le maintien de la complexité naturelle des paysages (Jackson et Hobbs, 2009). La restauration écologique se focalise sur les communautés végétales qui participent à la reconstruction du sol et au bon fonctionnement des processus biogéochimiques (Cristofoli et Mahy, 2010 ; Mchergui et al., 2014). La discipline de l’écologie de la restauration va donc fortement s’inspirer des théories sur les processus de succession végétale et d’assemblage des espèces végétales pour améliorer la restauration écologique (Cristofoli et Mahy, 2010). Ainsi, certaines espèces végétales pionnières du fait de leur capacité de s’installer dans des zones ouvertes, avec des conditions difficiles, et des sols pauvres en nutriments, peuvent avoir des effets positifs sur l’aboutissement du processus de restauration écologique, car elles peuvent favoriser la restructuration des propriétés microbiologiques et chimiques du sol et mettre en place de conditions favorables pour faciliter l'installation des autres espèces qui vont se succéder (Baohanta et al., 2012 ; Ramanankierana et al., 2014 ). Ce phénomène appelé facilitation plante-plante correspond à des situations où la présence d’une espèce améliore d’une manière positive l’installation, le développement ou la survie d’autres espèces plus exigeantes (Bruno et al., 2003 ; Baohanta et al., 2012 ; Ramanankierana et al., 2014). Les mêmes dilemmes restent à considérer : Quelle plante va-t-on planter en premier sur le substrat déjà fragilisé et souvent impropre au développement de toutes espèces végétales ? Comment doit-on procéder pour la sélection de ces espèces végétales ? Quels critères établir pour faciliter la sélection ? Nous avions donc essayé d’atteindre l’un des objectifs du projet DECORE qui était de sélectionner des plantes facilitatrices parmi les espèces végétales pionnières des zones dégradées de l’écosystème minier de Mandena Fort Dauphin en nous basant sur les paramètres abiotiques et biotiques liés à l’écologie de ces plantes. Le but étant de collecter le maximum d’informations qui permettrait d’établir des critères de base pour leur sélection, et ce pour des fins de restauration écologique. Ainsi, l’objectif principal de ce travail de mémoire a été de décrire les paramètres microbiologiques qui caractérisent les sols rhizosphériques des espèces qui colonisent des zones perturbées par les activités d’exploitation minière de la société QMM en vue de leur valorisation dans des programmes de restauration écologique. Les objectifs spécifiques ont été de i) mesurer la dynamique des enzymes d’intérêt agronomiques, et ii) évaluer la densité et la diversité des microorganismes bénéfiques. La présente étude est subdivisée en trois parties, tout d’abord une synthèse bibliographique, ensuite les matériels et méthodes et enfin les résultats et la discussion. La

Introduction première partie est précédée par une introduction et la dernière est suivie d’une conclusion et des perspectives.

Synthèse bibliographique

SYNTHESE BIBLIOGRAPHIQUE I.1. Le sol Le sol représente la couche superficielle meuble de la croûte terrestre, il est formé à partir de la désagrégation physique, chimique et biologique de la roche mère en petites particules (Kitouni et al., 2005). Il renferme une multitude d’organismes vivants ((plantes, vers de terre, nématodes, acariens, protozoaires, algues, champignons, microorganismes etc.), des débris d'origine végétale et animale et constitue l’un des écosystèmes les plus complexes de la nature. Aucun autre habitat ne renferme une densité d’espèces aussi élevée que le sol (Miah et al.,2000).

I.2. La rhizosphère et les microorganismes rhizosphériques

I.1.2. La rhizosphère Le terme rhizosphère qui était utilisé la première fois par Hiltner en 1904, définit le volume de sol sous l’influence directe des racines des plantes où il y a une forte activité biologique résultant de la libération ou l’exsudation de diverses substances organiques par les racines (Duponnois et al., 2013). C’est le lieu des principales interactions entre les différentes composantes du sol à savoir la racine, le sol et les organismes du sol (Hirsch et al., 2003). La rhizosphère, du fait de ses compositions chimiques et biologiques, représente un environnement unique favorisant la croissance et l’activité de ces microorganismes, couramment appelés microorganismes rhizosphériques, qui influencent de diverses manières (favorable ou non) le développement des plantes (Benizri et al., 2007). Dans cet ensemble, les microorganismes du sol jouent deux rôles essentiels : d’une part, ils sont responsables des principales transformations biogéochimiques qui se déroulent dans les sols, et d’autre part, ils influencent directement ou indirectement sur la nutrition des plantes via la libération des éléments simples à partir des matériaux complexes (Bever et al., 1997). Généralement, la rhizosphère comprend trois parties : - L’ectorhizosphère : c’est le sol adhérant à la partie racinaire de la plante - Le rhizoplan qui est considéré comme l’interface racine et sol, c’est la surface de la racine, - L’endorizosphère : c’est la zone rhizosphérique intra-racinaire qui correspond aux tissus racinaires. La Figure 1 illustre les trois zones de la rhizosphère.

Synthèse bibliographique

Figure 1 : Représentation schématique des trois zones de la rhizosphère (D’après Lynch, 1983) I.2.2. Les microorganismes rhizosphériques Les microorganismes rhizosphériques sont, directement ou indirectement, en interactions avec les plantes à travers le système racinaire. Ces interactions reposent surtout sur des liens trophiques (Morgan et al., 2005). De ce fait, les microorganismes rhizosphériques peuvent être classés en deux groupes principaux : ceux qui agissent pour le bénéfice des plantes, comme les mycorhizes et les endophytes fixatrices d’azote, les stimulateurs de croissance des plantes, et ceux dont les activités sont plutôt défavorables pour les plantes, comme de nombreuses bactéries et champignons pathogènes (Sharma, 2014). Le premier groupe contribue au processus de croissance des plantes étant donné qu’ils s’activent dans le sol, rejoignent et stimulent l’ensemble de la microflore pour déclencher des réactions chimiques complexes qui sous-tendent les processus de transformation et de solubilisation des nutriments minéraux et organiques, et leur transport du sol vers la plante, pour être finalement absorbés par cette dernière (Singh et Joshi, 2017). Ces microorganismes participent également à la régulation de la réponse de la plante au stress environnemental (Ahemad et Khan, 2010). Les quatre catégories suivantes sont parmi les microorganismes rhizosphériques favorables à la croissance des plantes les plus étudiées du fait de leur importance écologique :

I.2.2.1. Les bactéries capables de solubiliser le phosphate Les microorganismes ayant la capacité de solubiliser le phosphate peuvent transformer les phosphates insolubles non-assimilables par les plantes (complexés à d’autres éléments) en des formes solubles et assimilables par les plantes (ions orthophosphate) (Qureshi et al., 2012).

Synthèse bibliographique

Ils sont composés d’un large nombre de genres comme les Pseudomonas, les Azospirillum, les Azotobacter, les Klebsiella, les Enterobacter, les Arthrobacter, les Bacillus, les Rhizobium… (Patel et Parmar, 2013). Les bactéries solubilisatrices de phosphate (BSP) ont établi leur rôle pour une croissance optimale des plantes dans des conditions de déséquilibre nutritif (faible disponibilité du phosphore) (Wu et al., 2005). Elles contribuent à la nutrition en phosphore des plantes en rendant disponible grâce à la production d’acides organiques ou à la minéralisation du phosphate organique par des enzymes du groupe des phosphatases (Khan et al., 2009). La Figure 2 ci-dessous résume la solubilisation du phosphore dans le sol par les rhisobactéries

Figure 2 : Représentation Schématique de la solubilisation du phosphore dans le sol par les rhizobactéries (Khan et al., 2009) I.2.2.2. Les Pseudomonas fluorescents Les Pseudomonas fluorescents sont des bactéries ubiquistes que l’on rencontre dans l’eau, dans les sols et, en particulier, au niveau de la rhizosphère (Haas et Keel, 2003). Ces bactéries se caractérisent par leur aptitude à synthétiser des sidérophores appelés pyoverdines surtout en situation de carence en fer (Budzikiewicz, 1993). Ces substances ont une forte affinité pour le fer, et contribuent à l’acquisition du fer par les végétaux (Lemanceau et al., 2009, Alabouvette et Cordier, 2018). Ils peuvent ainsi provoquer une augmentation de la résistance des plantes aux maladies. Ces bactéries sont largement trouvées parmi les agents potentiels de lutte biologique qui ont pour effet d’améliorer la santé des plantes. La compétition et l’antibiose exercée par Pseudomonas réduisent la densité et l’activité néfaste des microorganismes pathogènes (Lemanceau et al., 2009).

Synthèse bibliographique

I.2.2.3. Les Actinomycètes Les Actinomycètes sont des Bactéries filamenteuses dont la croissance donne lieu à des colonies circulaires constituées d'hyphes, qui irradient par croissance centrifuge tout autour du germe qui leur a donné naissance (Eunice et Prosser, 1983). Ce sont des bactéries à Gram positif avec une proportion de G+C élevée (>55 %) à structure végétative de type mycélien (Sanglier et Trujillo, 1997). Leurs morphologies sont très variées depuis des formes bacillaires jusqu'à des formes filamenteuses ramifiées à mode de sporulation complexe (Larpent et sanglier, 1989). Les actinomycètes sont des microorganismes ubiquitaires que l’on rencontre dans presque tous les substrats naturels (Larpent et Sanglier, 1989). Généralement considérés comme des bactéries telluriques à cause de leur large distribution et abondance dans le sol, les actinomycètes ont un rôle important dans l’amélioration de la qualité du sol agricole (You et Park, 1996). Ils contribuent aux processus de recyclage et de la biodégradation de la matière organique complexe difficilement dégradables ou non, par les autres microorganismes, comme les polymères complexes : les polysaccharides, les lignocelluloses, la chitine (Goodfellow et Williams, 1983). Les actinomycètes sont aussi connus pour leur capacité à produire des substances biologiquement actives tels les antibiotiques, les vitamines et les enzymes (de Boer et al., 2005). Certaines espèces ont la capacité à solubiliser le phosphate, d’autres sont également impliquées dans le contrôle phytopathologique et dans la production de composés antifongiques (Getha et al., 2005). Quelques espèces d'actinomycètes sont même capables d’établir des formes de symbiotes avec certaines plantes (Larpent et Larpent-Gourgaud, 1985).

I.2.2.4. Les champignons mycorhiziens Les champignons mycorhiziens sont des microorganismes omniprésents dans les écosystèmes terrestres (Châtaigner et Duponnois, 2017). Ils forment des associations symbiotiques avec plus de 95% de toutes les espèces végétales en donnant naissance à la formation d’un organe spécifique appelé mycorhize (Kuszala et Gianinazzi, 2010 ; Duponnois et al., 2013). Comme toutes les associations symbiotiques, les deux partenaires tirent bénéfices mutuels. La plante approvisionne le champignon en ressources carbonées issues de la photosynthèse, indispensables au métabolisme et à la fructification des mycorhizes (Nguyen et al.,2003).). On estime que plus de 20 % du carbone produit par la plante par la photosynthèse est ainsi transféré aux champignons mycorhiziens (Nguyen et al.,2003). En retour, les hyphes fongiques améliorent la nutrition hydrique et minérale de la plante hôte grâce à l‘augmentation du volume de sol prospecté et à la production de divers enzymes extracellulaires nécessaires pour la libération des nutriments ou le conditionnement du sol (protéinases, phosphatases)

Synthèse bibliographique

(Duponnois et al., 2013 ; Ndoye et al., 2015). Par ailleurs, ils agissent également contre l’impact de certains microorganismes phytopathogenes (Smith et Read, 2008). En effet, certaines espèces végétales ne peuvent croitre normalement sans leurs symbiotiques fongiques dont elles sont fortement dépendantes et avec qui elles ont co-évolué (Gobat et al., 2003). Et les champignons mycorhiziens sont incapables de se développer dans le sol, en absence des racines d’une plante-hôte (Smith et Read, 2008). La classification des mycorhizes est basée sur le type de relation entre les champignons et les plantes ; plus précisément de l’état de communication entre les cellules des racines avec le mycélium du champignon. Il existe trois groupes de mycorhizes : l’ectomycorhize, l’endomycorhize et l’ectendomycorhize (Figure 3) (Nadeem et al., 2014).

cèpe truffe Arbuscules Sporocyste rempli de Ectomycorhizes spores

Vésicule

Ectoendomycorhizes Endomycorhizes Hyphes à arbuscules Pelotonsexternes Peloton digéré Cylindre central

Endoderme

Tissus racinaires

Manteau mycelien

Réseau de Hartig mycélien intercellulaire Figure 3 : Illustrations des principaux types mycorhiziens actuels représentés sur une coupe transversale de racine (Halle, 2008)

Les ectomycorhizes se présentent surtout chez les racines des plantes ligneuses et occasionnellement chez les graminées pérennes. Les filaments mycéliens forment un manchon mycélien externe autour de l‘extrémité de la racine à partir duquel se développent des hyphes avec une pénétration intercellulaire limitée du mycète dans les tissus racinaires entre les cellules corticales de la racine (réseau de Hartig) (Madigan et al., 2007 ; Duponnois et al., 2013). Pour les endomycorhizes, les hyphes du champignon pénètrent dans les cellules corticales et croissent à l‘intérieur des cellules. Ils sont alors dépourvus de manchons mycéliens.

Synthèse bibliographique

Il y a plusieurs types d‘endomycorhizes, mais les plus connus sont les mycorhizes à vésicules et à arbuscules (MVA), qui se rencontrent environ dans 80 % des espèces végétales. Ces associations doivent leur nom aux structures fongiques résultant des hyphes intracellulaires qui se ramifient intensément à l‘intérieur des cellules du cortex racinaire pour former des structures appelées arbuscules et les vésicules proviennent du renflement des hyphes inter ou intracellulaires (Duponnois et al., 2013 ; Nadeem et al., 2014). L’ectendomycorhize est une association intermédiaire entre les ectomycorhizes (présence du manteau et du réseau de Hartig) et les endomycorhizes (colonisation des cellules racinaires bien organisées par le champignon) (Strullu, 1990). Elles concernent essentiellement les Ericaceae et les Pyrolaceae.

I.3. Les activités enzymatiques dans le sol De très nombreuses activités enzymatiques peuvent être décelées dans le sol, entre autres l’activité des hydrolases, des oxydoréductases, des transférases et des lyases (Dick et Tabatabai, 1992). La présence et l’activité des microorganismes dans le sol se traduisent par la synthèse d’enzymes, localisées soit à l’intérieur des cellules (intracellulaires) soit excrétées dans le milieu environnant (extracellulaires), adsorbées dans les parois des microbes ou dans les minéraux argileux, ou encore formant des copolymères avec des substances humiques (Burns, 1982). En raison de leur lien évident avec les cycles biogéochimiques des éléments, les activités enzymatiques ont parfois été utilisées comme indicateur de la fertilité des sols et elles permettent d’avoir une idée globale de la dynamique des populations microbiennes du sol. Les enzymes du sol sont souvent classées dans différents groupes selon leur origine, leur fonctionnement et le type de substrat (Burns, 1982)

I.3.1. Les oxydoréductases Il s’agit d’enzymes de type “ respiratoire ”, dont la plus courante est la Déshydrogénase. La mesure est parfois incluse dans des tests éco-toxicologiques pour une estimation rapide de l'activité biologique globale du sol (Rossel et Tarradellas, 1991).

I.3.2. Les hydrolases La plupart des enzymes du sol (les estérases, les phosphatases, les protéases, les lipases,) appartiennent à ce groupe et les activités qui s’y rattachent correspondent fréquemment à des transformations d’intérêt agronomique (Gaël et al., 2002). Pour les deux formes de phosphore dans le sol, une forme inorganique, l‘ion orthophosphate, seule peut être assimilée par la plante. Le phosphore organique devrait donc être converti sous

Synthèse bibliographique forme inorganique pour être assimilé, une réaction qui pourrait être effectué à travers l‘activité des phosphatases du sol. Les phosphatases sont à la fois endo- et exo-cellulaires. Elles sont localisées soit dans les cellules vivantes microbiennes ou végétales, adsorbées sur les fragments des parois cellulaires ou soit associées à des composés abiotiques du sol (argiles et composés humiques) (Gaël et al., 2002) La synthèse de l’enzyme (phosphatase) est inhibée par une teneur élevée en ion ortho-phosphate dans le sol (Gaël et al, 2002). Un apport d'engrais phosphatés par exemple entraînera une diminution de cette activité, indépendamment de l'abondance et des autres activités des populations microbiennes présentes (Gaël et al, 2002).

I.3.3. Les enzymes hydrolysant le di-acétate de fluorescéine La méthode, consistant à mesurer l’hydrolyse de la fluorescéine di-acétate (FDA) (Schnürer et Rosswall, 1982), présente l’avantage de concerner plusieurs groupes d’enzymes différentes. La fluorescéine di-acétate étant en effet hydrolysée par des lipases, des protéases, des estérases, etc. qui sont issus principalement des microorganismes. L’évaluation des activités de ces enzymes connaît actuellement un vif intérêt dans le processus d’appréciation de la fertilité du sol. Elle permet une mesure plus globale de l’activité enzymatique microbienne (Gaël et al., 2002).

I.4. L’exploitation minière dans la région de l’Anosy

I.4.1. Projet d’exploitation minière de la société QIT Madagascar Minerals (QMM) Qit Madagascar Minerals (QMM) est une société anonyme de droit malagasy détenue à hauteur de 80% par la filiale Rio Tinto et de 20% par l’Etat malagasy représenté par l’Office des Mines Nationales et des Industries Stratégiques (OMNIS) (QMM, 2016). Pour les 40 années à venir, QMM prévoit d’extraire de l’ilménite et du zirsill (du zircon mélangé à du sillimanite) à partir de sables minéralisés lourds sur une zone d’environ 6000 ha à Taolagnaro, répartis sur trois zones : Mandena, Petriky et Sainte Luce. Mais à l’heure actuelle, seule la zone de Mandena est opérationnelle (QMM, 2016).

I.4.2. Impact environnemental de l’extraction d’ilménite sur le site de Mandena Avant 1998, le site de Mandena était en grande partie une zone couverte par une forêt humide, mais actuellement, il ne reste plus que quelques fragments forestiers et la zone de conservation (Min. env., 2013). Elle abrite 614 espèces de plantes recensées avec 87% de plantes endémiques dont 7% sont dans la zone d’exploitation (Temple et al., 2012). A la fin de

Synthèse bibliographique l’exploitation, environ 1 665 ha de cette forêt littorale seront perdu (QMM, 2016). Une superficie de 25 à 35 Ha est défrichée régulièrement avant le passage d’une drague et des équipements de l’exploitation à sec ou dry mining (ONE/CSER ANOSY, 2013).A part les perturbations au niveau floristique, l’exploitation minière entraine aussi la dégradation du sol par la destruction de ses structures, l’érosion accélérée, le lessivage excessif, le compactage, la réduction du pH, l’épuisement des matières organiques et la diminution des éléments nutritifs disponibles pour la plante (Chenot et al., 2018). Néanmoins, QMM a pour obligation de procéder à la restauration de cet écosystème unique après l’exploitation (Temple et al., 2012). En fonction des caractéristiques des zones concernées, il pourrait s’agir de réaffectation, de restauration écologique ou de réhabilitation (Houles, 2017).

Figure 4 : Etat du site après remblayage du bassin artificiel

I.4.3. Notion de restauration écologique La restauration écologique est définie comme une activité intentionnelle qui vise à déclencher ou accélérer la réparation d’un écosystème se trouvant dans un état de dégradation (SER, 2004 ; Suding, 2011). Le transfert de sol a été reconnu comme étant l’une des approches les plus fréquemment utilisées pour la restauration des anciennes carrières lorsque cette ressource édaphique a été conservée ou disponible ailleurs, cela consiste à recouvrir le substrat géologique (Simon et al., 2014 ; Weber et al., 2015). L’introduction des espèces végétales comme les plantes nurses associées à des microorganismes spécifiques permet de reconstruire les écosystèmes détruits, de restructurer le substrat, d’améliorer considérablement la qualité (diversité physique chimique et biologique) du sol et de faciliter l’installation des autres espèces ainsi que l’implantation des espèces désirées (Padilla et Pugnaire 2006 ; Cristofoli et Mahy, 2010 ; Baohanta, 2011). Sur les zones dénudées comme les sites d’exploitation minière, l’idéal, c’est l’utilisation des espèces locales pionnières qui sont particulièrement résistantes et peu exigeantes (Davoult et al., 2004). Sur sites moins endommagés, il s’agira d’espèces

Synthèse bibliographique secondaires, permettant de redynamiser la succession de groupements végétaux plus ou moins figés (L’huillier et al., 2010).

I.4.4. Espèces pionnières Les espèces pionnières sont des espèces de plantes ayant la capacité de s’installer en premier dans des zones ouvertes, inhospitalier, très pauvres en matières organiques après une perturbation (L’huillier et al., 2010 ; Sarasin, 2011). Ces espèces colonisent rapidement le milieu à cause de leurs faibles exigences quant à la qualité du milieu (Davoult et al., 2004). Leur présence peut avoir des effets positifs pour les travaux de restauration écologique, en favorisant l’augmentation des ressources du sol par l’amélioration des propriétés physico- chimiques du sol (nutriments, azote, phosphore) (Ashton et al., 1997), ou par la stimulation des activités des microorganismes rhizosphériques ou en permettant la formation d’humus, favorable à de nouvelles espèces qui pourront donc s’installer (Pidwirny, 2006) et ainsi permettre la maturation de l’écosystème. Selon la théorie de la succession végétale, la plupart des espèces végétales pionnières peuvent agir comme plante nurse vis-à-vis des plantules des autres espèces ligneuses qui vont leur succéder (Baohanta et al., 2012), mais elles peuvent aussi freiner l’installation d’autres espèces qui ne vont croitre qu’à la fin du cycle des plantes pionnières si les conditions de la succession ne sont pas respectées (Randrianarison, 2017).

I.4.5. Le phénomène de facilitation : effet plante nurse Le phénomène de facilitation est observable lorsqu’un organisme, dit “facilitateur” (Bruno et al., 2003) modifie les conditions environnementales initiales (biotiques ou abiotiques) de son milieu pour le rendre plus favorable et plus profitable pour d’autres organismes dits “facilités”, que ce soit directement (en réduisant le stress thermal dû à l’exposition au vent et à la lumière par exemple) ou indirectement (en chassant les compétiteurs et en dissuadant les prédateurs) (Stachowicz, 2001). L’étude de la facilitation a été principalement réalisée autour de l’étude des plantes, notamment des plantes facilitatrices appelées plantes nurses favorisent d’une manière positive le recrutement, la croissance ainsi que le développement des autres plantes auxquels elles sont associées en créant un microclimat qui leur est plus favorable (Baohanta et al., 2012 ; Ramanankierana et al., 2014). Elles améliorent les conditions environnementales (température, lumière, humidité du sol, fertilité du sol, etc.), permettant ainsi l’installation d’espèces végétales moins tolérantes aux stress d’origine abiotique (Bruno et al., 2003 ; Padilla et Pugnaire, 2006). Cette interaction positive est considérée comme un facteur important dans la structuration des communautés végétales, en particulier dans des milieux soumis à du stress ou à des perturbations intenses (Maestre et al.,2005). 12

Matériels et Méthodes

Matériels et méthodes

II. MATERIELS ET METHODES II.1. Zone d’étude La forêt littorale de Mandena est située à environ 10 Km au Nord-Est de Taolagnaro, localisée à 24° 55’ 24,1’’ de latitude Sud et 47° 01’ 31,6’’de longitude Est, et s’étend sur une surface de 493 ha. Elle fait partie de la région de l’Anosy et chevauche deux communes rurales celle de Mandromondromotra et d’Ampasy-Nahampoana, plus particulièrement le Fokontany d’Ambinanibe.

II.1.2. Les échantillons de sol Au cours de cette étude, cinq sols rhizosphériques ont été analysés dont trois sous des espèces pionnières (Mimosa latispinosa, Leptolaena pauciflora, et Aphloia théiformis) et deux sous des espèces non pionnières (Psorospermum revolutum et Hymenaea verrucosa). Trois échantillons de sol par type de plante ont été prélevés dans la rhizosphère des espèces le 22 Février 2018 (Tableau 1) et conditionnés dans des sachets de prélèvement jusqu’à l’arrivée au laboratoire. Une fois au laboratoire, les sachets de prélèvement contenant les sols ont été conservés à + 4°C. Le sol issu de la forêt de conservation et le sable déminéralisé ont servi respectivement de témoin positif et de témoin négatif. Tableau 1 : Echantillonnage des sols Sols rhizosphériques Code des échantillons

Mimosa latispinosa (Fabaceae) Ml 1 ; Ml 2 ; Ml 3

Leptolaena pauciflora (Sarcolaenaceae) Lp 1 ; Lp 2 ; Lp 3

Aphloia théiformis (Aphloiaceae) At 1 ; At 2 ; At 3

Psorospermum revolutum (Clusiaceae) Pr 1 ; Pr 2 ; Pr 3

Hymenaea verrucosa (Fabaceae) Hv 1 ; Hv 2 ; Hv 3

Sol forestier de la zone de conservation TFC 1 ; TFC 2 ; TFC 3

Sable Déminéralisé SD 1 ; SD 2 ; SD 3 II.2. Méthodes

II.2.1. Mesure des activités microbiennes du sol Dans le cadre de cette étude, nous avons évalué la capacité des microorganismes dans chaque échantillon de sol à hydrolyser deux substrats : la Fluorescéine di-acétate (FDA) et le p-Nitrophényl Phosphate (p-NPP).

Matériels et méthodes

II.2.1.1. Activité microbienne globale du sol La mesure de la fluorescéine a été effectuée selon la méthode de Schnürer et Roswall (1982), en utilisant la fluorescéine di acétate (FDA) comme substrat. L‘activité microbienne globale du sol se traduit donc par la quantité de fluorescéine obtenue par hydrolyse de la fluorescéine di acétate exprimée en μg g-1 h-1. Ainsi, trois extraits sont nécessaires pour cette analyse : le premier est constitué de 1 g de sol auquel a été additionné 200 μl de FDA de concentration 1 mg/ml dans l’acétone (Ref : F7378 Sigma) et de 15 ml de tampon phosphate de sodium 60 mM (pH 7,6) obtenu en dissolvant 8,7g de K2HPO4 et 1,3g de KH2PO4 dans l’eau distillée. Le deuxième est constitué de 1 g de sol auquel on a ajouté 15 ml de tampon phosphate de sodium et 200 μl d’eau distillée au lieu de la FDA pour le témoin enzyme (TE). Le dernier échantillon (témoin substrat (TS)) contient 15 ml de tampon phosphate de sodium, 200 μl de FDA et ne présente pas d’échantillon de sol. Pour chaque échantillon de sol, trois répétitions sont réalisées. Les tubes contenant les préparations sont ensuite incubés pendant 1 heure sous agitation à 30° C. Pour arrêter la réaction, 1 ml de chaque préparation a été prélevé et mélangé avec 1 ml d’acétone dans des tubes eppendorf. Puis, le mélange a été centrifugé pendant 5 min à 1 000 tours par minute et les surnageants ont été récupérés. L’absorbance a été mesurée avec un spectrophotomètre à la longueur d’onde de 490 nm. La concentration de fluorescéine en μg par gramme de sol sec par heure a été obtenue en rapportant les valeurs de la densité optique sur la droite de régression de la gamme étalon préparée à partir de solution standard de Fluorescéine di acétate dans un tampon phosphate et de l’acétone (Annexe 1).

II.2.1.2. Mesure des activités des phosphatases du sol L‘activité phosphatasique acide du sol consiste à mesurer la capacité des enzymes phosphatasiques du sol à hydrolyser le substrat chimique, para-Nitrophenyl Phosphate (p-NPP) (référence 104-0 Sigma Phosphatase Substrate) en utilisant la méthode de Tabatabai et al (1982). Trois préparations sont requises pour cette quantification. Pour le premier, 100 mg d’échantillon de sol sont mis en suspension dans 400 μl de tampon Mc Ilvain (Citrate Phosphate Buffer) à pH 6 (Annexe 2) et 100 μl de p-NPP. Le deuxième échantillon (témoin enzyme (TE)) contient 100 mg d’échantillon de sol, 400 μl de tampon phosphate-citrate et 100 μl d’eau distillée au lieu du p-NPP. Le dernier échantillon (témoin substrat (TS)) contient 400 μl de tampon phosphate-citrate, 100 μl de p-NPP et ne présente pas d’échantillon de sol. Les mélanges sont vortexés et incubés pendant 1 heure sous agitation à 37 °C. Après incubation, la

Matériels et méthodes réaction d’hydrolyse a été stoppée en ajoutant 100μl de solution CaCl2 0,5 M et 400μl de NaOH 0,5 M. Pour chaque échantillon, trois essais et deux témoins : témoin substrat (TS) et témoin enzyme (TE) ont été préparés. Après avoir été centrifugé pendant 5 minutes à 1 000 tours par minute, l’absorbance du surnageant a été mesurée avec un spectrophotomètre à la longueur d’onde de 400 nm. La quantité du produit de l’hydrolyse, le p-nitrophenol est exprimé en μg de p-nitrophenol par heure et par gramme de sol sec, et qui détermine l’activité de la phosphatase microbienne de chaque sol.

II.2.2. Evaluation du potentiel infectieux mycorhyzogènes (PIM) des sols Le Potentiel Infectieux Mycorhizogène (PIM) d’un sol représente sa richesse en propagules mycorhiziennes : de spores, du mycélium et des fragments de racines portant des structures mycorhiziennes et susceptibles d’initier chez la plante, la formation d’association mycorhizienne (Plenchette et al., 1989). Diverses méthodes permettent d’estimer le PIM d’un sol (Plenchette et al., 1989). Toutefois, durant ce travail, l’évaluation de la densité des spores et celle du Nombre le Plus Probable des propagules fongiques dans le sol (NPP) seront les méthodes appliquées pour la détermination de la dynamique des communautés de champignons mycorhiziens de chaque sol.

II.2.2.1. Extraction et comptage des spores de champignons endomycorhiziens (MVA) L’extraction des spores de champignons mycorhiziens à partir des sols rhizosphériques des sols plantes cibles de cette étude s’effectue selon la méthode décrite par Sierverding (1991). Cent grammes de sol par échantillon ont été mélangés à de l’eau de robinet dans un récipient. Le tout est vigoureusement mélangé pour écraser les mottes de terre et passés au tamis moléculaire sur une série de mailles de tailles décroissantes : 200 μm, 100 μm, 80 μm et 50 μm sous jet d’eau. Le refus de chaque tamis est récupéré séparément dans des tubes à centrifugation contenant un peu d’eau distillée et soumis à une première centrifugation à 5000 tours par minute pendant 5 min. Les culots restants sont de nouveau centrifugés à 1000 tours par minute pendant 3 minutes avec une solution aqueuse de saccharose de 60%. Les spores qui migrent par gradient de concentration sont dans les surnageant résultant de cette deuxième centrifugation. Tous les surnageants ont été récupérés par filtration à travers un filtre millipore sur papier Wattman et observés sous une loupe binoculaire (grossissement x40) afin de compter le nombre de spores. Ces dernières ont été par la suite montées entre lames et lamelles avec une solution de polyvinyl alcool-acide lactique-glycérol (PVLG) seul ou un mélange de PVLG et 15

Matériels et méthodes du réactif de Meltzer dans les mêmes proportions (V/V) et observées au microscope. L’identification des spores a été basée sur leurs caractères morphologiques, y compris leur taille, leur couleur, leur forme, le type d’insertion d’hyphe, la présence ou non d’une paroi ainsi que les constituants de celle-ci et la réaction de coloration selon les critères établis par Walker, 1983 ; Morton, 1985 ; Schenk et Perez, 1990 ; Muthukumar et al., 2009 et INVAM.

II.2.2.2. Diversité spécifique des champignons mycorhiziens associés aux sols d’étude L’indice de Shannon-Weiner (H’) est l’indice le plus utilisé pour décrire la diversité des espèces. Cet indice a été utilisé pour évaluer la diversité spécifique des spores de chaque sol rhizosphérique étudié et prend la forme suivante : 푛 퐻′ = − ∑ 푛푖/푙표푔2(푛푖/푛) 푖=1 Où le ni est le nombre des morphotypes de spores dans chaque groupe de morphotype (i) et n : le nombre total des spores observées. Cet indice s’exprime en bits et varie de 1 à 5. Il indique quand il est élevé (tends vers 5), une diversité importante au sein d’un site ou d’un écosystème.

II.2.2.3. Evaluation du Potentiel Infectieux Mycorhizogènes (PIM) du sol Le Potentiel Infectieux Mycorhizogènes ou PIM du sol reflète la richesse du sol en propagules (spores, mycélium, racines colonisées, fragments) susceptibles de générer une mycorhization (Plenchette et al., 1989). Il s’agit de déterminer en réalisant des séries de dilutions de sol, le nombre probable des propagules capables d’infecter la plante hôte en adoptant la méthode décrite par Porter (1979). Pour cela, les échantillons de sol prélevés et tamisés à 2 mm ont été respectivement mélangés avec du sable stérilisé à l’autoclave (121°C, 30 min, 1 bars). Six dilutions ont été réalisées pour chaque échantillon avec 3 répétitions par mélange. Le Tableau 2 résume la proportion «sol non-stérilisé et sable stérilisé » pour chaque dilution : Tableau 2 : Proportion des mélanges de sable stérilisé et de sols non stérilisés pour l’évaluation du Nombre le Plus Probable de propagule (NPP) dans le sol.

Dilutions 1 1/4 1/16 1/64 1/256 1/1024

Sable stérile (en g) 0 225 281,25 295,3 299,1 299,7

Sol d’étude (en g) 300 75 18.75 4,69 0,85 0,29

Matériels et méthodes

Ces sols dilués (300 g) ont été répartis dans des pots en plastique de 150 ml à raison de 100 g de sol par pot et disposés sous serre. Des graines pré-germées de Sorgho (Sorghum bicolor), une graminée hautement mycotrophe de la famille des POACEAE, ont été repiquées sur les sols précédemment à raison d’une plantule par pot Les cultures ont été disposées dans une serre et les plantes ont été arrosées trois fois par semaine avec de l’eau du robinet (10 ml par pieds par arrosage). La récolte du système racinaire entier de chaque plante a été faite après 21 jours de culture. L’évaluation de l’infection par les MVA a été effectuée par coloration des racines fines par les solutions de potasse hydroxyde et le bleu Trypan (Annexe 4) selon la méthode de Phillips et Haymann (1970). Chaque système racinaire montrant au moins un point d’infection (pénétration d’hyphes dans la racine) est considéré comme mycorhizé. Le nombre de godet ayant présenté des plants mycorhizés a été retenu pour le calcul du NPP en se basant sur la table de Fisher (Fischer & Yates, 1970) donnée en annexe (Annexe 5)

II.2.3. Dénombrement des microorganismes du sol Trois groupes de microorganismes ont fait l’objet de dénombrement à savoir les bactéries solubilisatrices de phosphate, les Pseudomonas du groupe des fluorescents et les Actinomycètes. Cinq grammes de sol par échantillon ont été mélangés avec 45ml d’eau distillée stérilisée pour le dénombrement des Actinomycètes et les bactéries solubilisatrices de phosphate. Une solution de PBS (Phosphate Buffered Saline) (Annexe 3) a été utilisée à la place de l’eau distillée pour le dénombrement de Pseudomonas fluorescents. A partir de ces solutions mères, des dilutions allant de 10-2 à 10-3 ont été réalisées pour les BSP et Actinomycètes et de dilution 10-1 pour les Pseudomonas, puis 100 μl de chaque dilution ont été étalées sur le milieu de culture gélosé approprié à chaque groupe de microorganisme. Pour chaque dilution, 3 répétitions ont été réalisées.

II.2.3.1. Dénombrement des bactéries solubilisatrices de phosphate Le dénombrement de la flore capable de solubiliser le phosphate a été réalisé sur milieu TCP (Annexe 3) contenant comme seule source de phosphate, le Phosphate Tricalcique. Les cultures ont été incubées à 30°C à l’obscurité. La capacité de ces types de bactérie à solubiliser le phosphate est témoignée par l’apparition de halo translucide formé autour des colonies après 2 à 3 jours d’incubation alors que le reste du milieu demeure opaque.

Matériels et méthodes

II.2.3.2. Dénombrement des Actinomycètes Les colonies de ces microorganismes ont été dénombrées sur le milieu de culture WAKSMAN (Annexe 3). Les cultures ont été également incubées à l’étuve à 30°C et à l’obscurité et le dénombrement a été fait après 7 jours d’incubation. Les résultats sont exprimés en nombre de colonie par gramme de sol.

II.2.3.3. Dénombrement des Pseudomonas fluorescents Ce groupe de microorganisme a été dénombré sur le milieu gélosé King B (Annexe 2) préalablement stérilisé. Après 48h d’incubation à 30°C et à l’obscurité, ces bactéries ont été dénombrées sous lumière Ultra- Violette à la longueur d’onde 254nm. Toutes les colonies qui fluorescent sont dénombrées et les résultats sont exprimés en nombre de bactérie par gramme de sol. Pour tous les dénombrements, seules les boîtes ayant le nombre de colonies comprises entre 30 et 300 ont été considérées pour le calcul de l’Unité Formant Colonie ou UFC, en utilisant la formule suivante : 횺 퐜퐨퐥퐨퐧퐢퐞퐬 푵 = 퐕 × (퐧ퟏ + ퟎ, ퟏ 퐧ퟐ) × 퐝ퟏ N : Nombre d’UFC par g de sol Σcolonies : Somme des colonies des boîtes interprétables (3 boîtes par dilution) V : Volume de solution du produit déposé dans les boîtes n1 : Nombre de boîtes considérées à la première dilution retenue (3 boîtes) n2 : Nombre de boîtes considérées à la seconde dilution retenue (3 boîtes) d1 : Facteur de dilution de la première dilution retenue

II.3. Analyse statistique des données Les résultats sont soumis à une analyse de variance (ANOVA) à l’aide du logiciel XLSTAT 2014. L’objectif est de comparer les différentes données des paramètres microbiologiques des sols rhizosphériques. Le test de Newman-Keuls au seuil de probabilité 0.05 a été utilisé pour distinguer les groupes de moyenne statistiquement homogène. Une analyse en composante principale (ACP) des données a été effectuée afin de dégager et d’explorer les corrélations qui peuvent exister entre les différents paramètres microbiologiques des sols rhizosphériques étudiés. L’ACP est une méthode d’analyse descriptive dont l’objectif est de représenter sous forme de graphiques planes les éléments à décrire. Ainsi, le tableau (Type de sol x paramètres microbiologiques) a fait l’objet d’un ACP à l’aide du logiciel XLSTAT 2014. 18

Résultats

III. RESULTATS III.1. Activité microbienne globale des sols Les résultats de l’activité microbienne globale dans chaque échantillon de sol sont présentés dans la Figure 4.

Activité microbienne globale

(a) 150,000 (a) (a) 100,000 (b) (b) (c) 50,000 g/h/gdesol) μ (d) 0,000 Ml Lp At Pr Hv TFC SD

Types de sol produite ( produite fluoréscéine de Quantité Figure 5: Activité microbienne globale des sols rhizosphériques

Les histogrammes marqués par la même lettre ne présentent pas de différence significative selon le test de Newman-Keuls au seuil de probabilité 0.05. Ml : Mimosa latispinosa ; Lp : Leptolaena pauciflora ; At : Aphloia theiformis ; Pr : Psorospermum revolutum Hv : Hymenaea verrucosa ; TFC : Sol forestier de la zone de conservation SD : sable déminéralisé. L’analyse des variances a permis de classer les données en 4 groupes statistiques (a, b, c et d). La capacité des microorganismes à hydrolyser la fluorescéine di-acétate est significativement plus élevée sous les sols de la zone de conservation ou TFC (132,186 μg de fluorescéine/h/g), de Mimosa latispinosa (118,48 μg de fluorescéine/h/g) et d’Hymenaea verucosa (112,847 μg de fluorescéine/h/g). Aucune différence significative n’est observée entre les quantités de fluorescéine produite par ces trois types de sol. Ensuite, vient le groupe formé par Leptolaena pauciflora et Psorospermum revolutum, dont les teneurs en fluorescéine libérée ont été respectivement de l’ordre de 80,53 μg de fluorescéine/h/g et de 75,07 μg de fluorescéine/h/g. Le sol sous Aphloia theiformis est caractérisé par une activité significativement faible (51,61 μg de fluorescéine/h/g) par rapport au TFC et les 4 sols énumérés précédemment. Enfin, l’activité microbienne globale du sable déminéralisé a été significativement faible par rapport aux autres types de sols étudiés. Ce qui suggère d’une part que le TFC reste un sol de référence et d’autre part que les sols colonisés par les espèces (Mimosa latispinosa et Hymenaea verrucosa, Leptolaena pauciflora, Psorospermum revolutum) représentent les meilleurs candidats pour les études ultérieures.

Résultats

III.2. Activité phosphatasique des sols Les résultats des mesures de l’activité des enzymes phosphatasiques des sols sont donnés sur la Figure 5.

Activité phosphatase acide

800,000 (a) (a) (a) 600,000 400,000 (b) (b) (c) 200,000 (d)

sol) de g/h/g 0,000

Quantité de de Quantité μ

( Ml Lp At Pr Hv TFC SD Nitrophenol produite produite Nitrophenol - Types de sol p

Figure 6 : Quantité des produits d’hydrolyse du phosphate en milieu acide. Les histogrammes marqués par la même lettre ne présentent pas de différence significative selon le test de Newman-Keuls au seuil de probabilité 0.05. Ml : Mimosa latispinosa ; Lp : Leptolaena pauciflora ; At : Aphloia theiformis ; Pr : Psorospermum revolutum Hv : Hymenaea verrucosa ; TFC : Sol forestier de la zone de conservation SD : sable déminéralisé. Les quantités du produit d’hydrolyse obtenu dans les sols rhizosphériques prélevés sous Mimosa latispinosa (644,48 μg/h/g de sol), Leptolaena pauciflora (616,24 μg/h/g de sol) et Psorospermum revolutum (653,201 μg/h/g de sol) ont été élevées par rapport à celles observées avec le TFC (219,99 μg/h/g de sol) et le sol sous Hymenaea verrucosa (242,88 μg/h/g de sol). Le sol sous Aphloia theiformis a montré une activité phosphatasique significativement faible (129,28 μg/h/g de sol) par rapport aux 5 sols cités précédemment. L’activité phosphatasique acide enregistrée dans le sable déminéralisé est également faible (11,74 μg/h/g de sol).

III.3. Potentiel Infectieux Mycorhizogène des sols

III.3.1. Densité des spores de champignons mycorhiziens (MVA) La Figure 6 montre la densité moyenne des spores dénombrées par type de sol. L’analyse de la variance a permis de classer les données en 4 groupes statistiques (a, b, c et d). Le nombre des spores contenues dans le sol forestier de la zone de conservation se démarque d’une manière significative avec un nombre de 2962 spores par 100g de sol. Ensuite, vient le groupe formé par les 3 espèces pionnières Aphloia theiformis (At), Leptolaena pauciflora (Lp) et Mimosa latispinosa (Ml) dont les nombres de spores dénombrées ont été respectivement de l’ordre 1241 spores par 100 g de sol, 1220 spores par 100 g de sol et 1198 spores par 100 g de sol.

Résultats

Densité totale des spores MVA (a) 2500,000 2000,000 (b) (b) (b) 1500,000 (c) (c) 1000,000

500,000 (d) 0,000 sol de 100g par

nombre des spores spores des nombre Ml Lp At Pr Hv TFC SD Types de sol

Figure 7: Densité totale des spores selon les types de sol rhizosphériques. Les histogrammes marqués par la même lettre ne présentent pas de différence significative selon le test de Newman-Keuls au seuil de probabilité 0.05. Ml : Mimosa latispinosa ; Lp : Leptolaena pauciflora ; At : Aphloia theiformis ; Pr : Psorospermum revolutum Hv : Hymenaea verrucosa ; TFC : Sol forestier de la zone de conservation SD : sable déminéralisé. Le sol sous les deux espèces non pionnières Hymenaea verrucosa (Hv) et Psorospermum revolutum (Pr) (respectivement de 943 spores par 100g de sol et 910 spores par 100g de sol) sont caractérisés par un nombre de spores significativement faible par rapport au TFC et aux 3 espèces pionnières énumérées précédemment. Le sable déminéralisé forme un groupe à part avec un nombre de spores significativement faible (41 spores par 100g de sol) par rapport aux autres types de sols étudiés.

III.2.2.3. Diversité spécifique des champignons mycorhiziens dans les sols étudiés Le Tableau 3 ci-après représente la diversité spécifique des champignons mycorhiziens associés aux sols rhizosphériques des espèces sélectionnées et les sols témoins. L’identification des spores a été effectuée en se basant sur les clés proposées par Walker, 1983 ; Morton, 1985 ; Schenk et Perez, 1990 ; Muthukumar et al., 2009 et INVAM. Sur les 7 sols d’étude, 8 espèces de champignons mycorhiziens MVA ont été identifiées. Ces espèces appartiennent respectivement au genre Acaulospora, Funnelifomis, Glomus, Scurellospora, Rhizophagus et Gigaspora. Les résultats ont montré que le nombre et le type de spore varient d’une plante à l’autre. Il ressort de l’analyse de la diversité des champignons mycorhiziens par espèce végétale dans le site de Mandena, que les espèces Glomus hoi et Rhizophagus intraradices se sont

Résultats révélées omniprésentes dans tous les sols rhizosphériques étudiés. Par contre, d’autres espèces sont présentes chez une plante et absentes chez d’autres. Tableau 3 : Diversité spécifique des champignons mycorhiziens associés aux sols rhizosphériques étudiés.

Sols As Fm Gh Fc SS Ri Ss Gs H’ Ml 17 12 1084 8 0 70 2 0 0,556 Lp 25 44 1032 16 0 77 14 9 0,959 At 92 37 954 47 0 102 10 3 1,264 Pr 25 56 701 13 0 90 8 19 1,22 Hv 31 24 764 13 0 100 7 6 1,060 TFC 60 232 1633 26 2 461 30 29 1,521 SD 0 0 17 0 0 24 0 0 0,969 As : Acaulospora sp ; Fm : Funneliformis mosseae ; Gh : Glomus hoi ; Fc : Funneliformis coronatum ; SS : Scutellospora scutata ; Ri : Rhizophagus intraradices ; Ss : Scutellospora sp ; Gs : Gigaspora sp ; H’ : Indice de diversité de Shannon-Weiner ; Ml : Mimosa latispinosa ; Lp : Leptolaena pauciflora ; At : Aphloia theiformis ; Pr : Psorospermum revolutum Hv : Hymenaea verrucosa ; TFC : Sol forestier dans la zone de conservation SD : sable déminéralisé.

En effet, l’espèce Gigaspora sp. est présente chez Leptolaena pauciflora, Aphloia theiformis, Psorospermum revolutum, Hymenaea verrucosa et le sol forestier de la zone de conservation, alors qu’elle est absente chez Mimosa latispinosa et dans le sable déminéralisé (Tableau 3). Les espèces Acaulospora sp., Funneliformis mosseae, Funneliformis coronatum et Scutellospora sp. sont présentes dans tous les sols rhizosphériques sauf dans le sable déminéralisé. L’espèce Scutellospora scutata est présente uniquement dans le sol forestier de la zone de conservation.

III.2.3. Potentiel Infectieux Mycorhizogène (PIM) des sols Les résultats obtenus pour le nombre le plus probable de propagules (NPP) de champignons mycorhiziens dans chaque sol susceptible de coloniser la plante sont montrés dans la Figure 7. Le nombre le plus probable de propagules de champignons mycorhiziens par 100 g de sol au niveau de la rhizosphère des espèces Aphloia theiformis (29,97) et Psorospermum revolutum (18,513) et dans le sable déminéralisé (1,51) est significativement faible par rapport à celui observé dans le sol forestier de la zone de conservation (197,593). Le potentiel infectieux mycorhizogène optimal est enregistré dans les sols rhizosphériques sous les espèces Hymenaea verrucosa, Mimosa latispinosa et Leptolaena pauciflora où le nombre le plus probable de

Résultats propagules par 100 g de sol est respectivement de l’ordre de 388,903 ; 331,130 ; 301,136 et ne présente aucune différence significative.

Nombre le plus propable de propagules

(a) 400,000 (a) (a) 300,000 (b) 200,000

100,000 (c) (c) (c) 0,000 Ml Lp At Pr Hv TFC SD

sol de g 100 dans NPP Types de sol

Figure 8 : Potentiel Infectieux Mycorhizogène selon les types de sols rhizosphériques.

III.3. Densité des microorganismes bénéfiques dans le sol d’étude

III.3.1. Nombre des Bactéries Solubilisatrices de Phosphate (BSP) La Figure 8 montre les résultats du dénombrement des bactéries capables de solubiliser le phosphate. Bacteries Solubilisatrices de Phosphate

10000,000 (a) (b) (b) (b) (b) (b) 5000,000 (c) 0,000 phosphate Ml Lp At Pr Hv TFC SD

de solubilisatrice

Nombre Bacteries de Nombre Types de sol

Figure 9 : Densité des Bactéries Solubilisatrices de Phosphate dans le sol

Résultats

Les résultats ont montré que les colonies de BSP contenues dans le sol sous Aphloia theiformis (At) sont significativement nombreuses (6476 UFC/g de sol). Ensuite, le nombre de colonies dans les 5 sols, à savoir Mimosa latispinos, Leptolaena pauciflora, Psorospermum revolutum, Hymenaea verrucosa et le TFC, sont faibles et ne présentent pas de différence significative par comparaison entre eux. Le nombre de colonies de BSP du Sable déminéralisé est significativement le plus faible.

III.3.2. Nombre des Actinomycètes. Le dénombrement des colonies d’Actinomycètes dans les sols d’étude est donné dans la Figure 9. Actinomycètes

(a) 10000,000 8000,000 (b) (b,c) (b) 6000,000 (c) (b,c) 4000,000

sol du 2000,000 (d) 0,000 Ml Lp At Pr Hv TFC SD

Types de sol

Actinomycètes des Nombre

Figure 10 : Densité d’Actinomycètes dans le sol.

Résultats

III.3.3. Nombre des Pseudomonas

La Figure 10 résume le nombre d’UFC de Pseudomonas/g de sol observé sous lumière UV à 254 nm après 48h d’incubation. Pseudomonas fluorescent

(a) 600,000 (b) (b) (b) 400,000

200,000 (c) (c) (c)

0,000

fluoriscents Nombre de de Nombre Pseudomonas Ml Lp At Pr Hv TFC SD Types de sol

Figure 11 : Densité de Pseudomonas dans le sol

Le nombre de colonies de Pseudomonas fluorescents au niveau de la rhizosphère des espèces Leptolaena pauciflora, Aphloia théiformis et du sable déminéralisé est inférieur à 30. De ce fait, ils sont négligeables quant à la détermination des Unités Formant Colonies (UFC) par gramme de sol. Pourtant, le nombre de colonies de Pseudomonas fluorescents enregistré chez Mimosa latispinosa est significativement élevé avec une valeur de 525 UFC/g de sol par rapport aux autres sols d’étude : Psorospermum revolutum (406,66 UFC/g de sol), Hymenaea verrucosa (390 UFC/g de sol) et le sol forestier de la zone de conservation (333,33 UFC/g de sol). Ces trois derniers ne présentent aucune différence significative par comparaison entre eux.

III.4. Relations entre le type de sol et les propriétés microbiologiques des sols étudiés

L’Analyse en Composante Principale (ACP) de l’ensemble des paramètres microbiologiques des sols a permis de projeter les variables et les échantillons dans les plans factoriels. La Figure 11 montre la projection sur le plan factoriel (F1 x F2) des données sur les caractéristiques microbiologiques des différents types des sols.

Résultats

Variables (axes F1 et F2 : 75,56 %) Observations (axes F1 et F2 : 75,56 %) 1 3

0,75 P ac 2 0,5 Pseudo Ml Pr 1 0,25 NPP Lp FDA Hv 0 0 SD

BSP F2 (16,79 (16,79 F2 %) F2 F2 (16,79 -0,25%) Actino -1 At -0,5 Spores -2 TFC -0,75 -3 -1 -5 -4 -3 -2 -1 0 1 2 3 -1 -0,75 -0,5 -0,25 0 0,25 0,5 0,75 1 A B F1 (58,77 %) F1 (58,77 %)

Figure 12 : Relations entre le type de sol et les propriétés microbiologiques des sols étudiés

P acide : Phosphatase acide, NPP : Nombre le plus probable des propagules, Pseudo : Pseudomonas fluorescent, BSP : Bactéries Solubilisatrices de Phosphates, FDA : Fluorésceine Di-Acétate, Actino : Actinomycètes, Spores : pores de champignons mycorhiziens, Ml : Mimosa latispinosa, Lp : Leptolaena pauciflora, At : Aphloia theiformis, Pr : Psorospermum revolutum, Hv : Hymenaea verrucosa, TFC : Sol forestier dans la zone de conservation, SD : sable déminéralisé. Les axes F1 et F2 qui ont représenté respectivement 58,77 et 16,79 % de la variance totale ont été utilisés pour identifier les principaux paramètres selon les types de sol. Selon la Figure 11 A et l’axe factoriel F1, toutes les variables (Phosphatase acide, Bactéries solubilisatrices de phosphate, Pseudomonas, Actinomycètes, FDA, Spores et NPP) se regroupent en abscisse positive. L’axe F1 a été essentiellement constitué à partir des Bactéries solubilisatrices de phosphate, Pseudomonas, Actinomycètes, FDA, Spores et NPP. L’activité phosphatasique acide a été le seul facteur corrélé à l’axe F2. La projection des sols rhizosphèriques suivant le premier axe factoriel F1 (Figure 11B) permet de distinguer trois groupes : le premier groupe en abscisse positive caractérisé par le sol sous Mimosa latispinosa, Hymenaea verrucosa, Leptolaena pauciflora, et Psorospermum revolutum et le deuxième groupe toujours en abscisse positive défini par le sol forestier de la zone de conservation. Et le troisième et dernier groupe en abscisse négative formé par Aphloia theiformis et le sable déminéralisé.

Discussion

IV. DISCUSSION L’objectif principal de cette étude était de décrire les paramètres microbiologiques qui caractérisent les sols rhizosphériques des espèces qui colonisent des zones perturbées par les activités de l’exploitation minière de la société QMM en vue de leur valorisation dans des programmes de restauration écologique. Sept types de sol ont été utilisés dont trois sols sous espèces pionnières (Mimosa latispinosa, Leptolaena pauciflora et Aphloia théiformis) ; deux sols sous espèces non pionnières (Hymenaea verrucosa et Psorospermum revolutum) et les sols témoins (sol forestier de la zone de conservation et le sable déminéralisé). Pour ce faire, l’analyse des enzymes d’intérêt agronomique ainsi que l’évaluation de la densité et de la diversité des microorganismes bénéfiques pour la plante ont été effectuées. Analyse des Enzymes d’intérêt agronomique. En premier lieu, l’analyse de l’activité microbienne globale du sol a été évaluée en suivant l’hydrolyse de la Fluorescéine di-acetate (FDA). La quantité de fluorescéine produite reflète l’activité microbienne globale du sol (Nicolardot et al., 2010). La présence de l’activité des êtres vivants dans le sol se traduit par la synthèse d’enzymes (protéases, lipases, estérases) qui permettent d’évaluer l’activité enzymatique du sol étant donné que cette activité est un indicateur de la qualité biologique d’un sol (Bastida et al., 2008, Nicolardot et al., 2010). Les résultats obtenus ont montré que le sol forestier de la zone de conservation présente l’activité microbienne globale la plus élevée. Ceci est due à l’abondance, la diversité et l’activité des organismes vivants qui participent au fonctionnement du sol (Gros, 2002 ; Barea et al., 2005). La teneur en matières organiques issues des exsudats racinaires de chaque espèce qui colonise le sol influe considérablement sur la diversité des microorganismes rhizosphèriques et de leurs activités microbiennes (Hartmann et al., 2009, Dennis et al., 2010). Les résultats de cette étude ont montré une forte activité des sols sous l’espèce pionnière Mimosa latispinosa et l’espèce non pionnière Hymenaea verrucosa. Ces résultats corroborent ceux obtenus par Andriatahiana (2015) et Rabemanantsoa (2015) qui ont trouvé une forte activité microbienne globale dans des sols rhizosphériques des plantes pionnières ainsi que des travaux de Bakhoum (2012) et Fall et al. (2012) qui ont montré une influence positive de la rhizosphère du Fabaceae sur la biomasse microbienne. Par contre l’espèce pionnière Aphloia théiformis présente des activités microbiennes globales faibles. Ces différences peuvent être expliquées par l’influence des caractères physico-chimiques et du taux de matière organique, différents selon le sol (Schnur et Rosswal, 1982) et selon l’espèce qui colonise le sol (Cabugao et al., 2017). Etant donné que la présence de l’activité des êtres vivants dans le sol qui se traduit par la synthèse d’enzymes

Discussion permet d’évaluer la qualité biologique d’un sol (Burns, 1982 ; Garcia et al., 2000), ces résultats suggèrent que ce sol sous Aphloia théiformis est donc de qualité biologique faible. Concernant les activités phosphatasiques acides, les résultats d’analyses ont montré que les sols sous les espèces pionnières Mimosa latispinosa et Leptolaena pauciflora ont les activités phosphatasiques acides les plus élevées et similaires à celle de Psorospermum revolutum. Ces résultats rejoignent ceux de Rabemanantsoa 2015 et d’Andriatahiana 2015 qui ont suggéré une activité importante de la phosphatase acide dans les sols sous espèces pionnières. Cette activité élevée des enzymes phosphatasiques est à l’origine de l’amélioration de la nutrition minérale des plantes étant donné que le phosphore figure parmi les éléments les moins mobiles au niveau du sol (Ratsimbason, 2019). Cependant, l’activité phosphatasique est faible au sein du sol sous l’espèce pionnière Aphloia théiformis contrairement à celles des sols sous les autres espèces pionnières, cela pourrait être dû à l’âge de l’espèce pendant l’échantillonnage des sols, à la disponibilité du phosphore dans le sol et au pH du sol sous cette espèce. En effet, Garcia et al. (2000) affirment que cette enzyme est plus active dans les sols lorsqu’il y a peu de P disponibles dans le milieu. Aussi, les changements dans les activités phosphatasiques du sol peuvent être attribués à des changements dans la composition des communautés microbiennes, du type et de l’âge des plantes (Nannipieri et al., 2011, Cabugao et al. 2017). Potentiel infectieux mycorhizogène des sols Le potentiel infectieux mycorhizien (ou mycorhizogène) d’un sol est la capacité d’un sol à permettre la formation et le développement des champignons mycorhiziens (Fortin et al., 2008). Les champignons dans le sol se trouvent sous forme de spores, d’hyphes ou de fragments de racines mycorhizées. Toutes ces propagules sont considérées comme des sources d’inoculum (Duponnois et al., 2001). Les résultats de l’évaluation de la densité des spores isolées issues des sols rhizosphériques des plantes ont montré que le sol forestier de la zone de conservation héberge le plus grand nombre de spores contenu dans 100g de sol rhizopherique par rapport aux espèces cibles. Ces résultats révèlent une étroite relation entre la densité du couvert végétal et le nombre de spores. En effet, selon Cardoso et al. (2006), la richesse du sol en spores est en interaction directe avec la densité du couvert végétal. Cependant, le nombre des spores contenues dans sol rhizosphérique les espèces pionnières et les espèces non pionnières ont montré aucune différence significative entre eux et qui est en relation avec le niveau de dégradation du site Mandena. D’après Said, (2017) et Saadia, (2018), la dégradation des sols et la perturbation du couvert végétal conduit à la réduction de la diversité microbienne, en particulier, des propagules de champignons mycorhiziens présents dans le sol.

Discussion

En ce qui concerne l’identification des champignons mycorhiziens, elle repose principalement sur les caractéristiques des spores à savoir leur taille, leur forme, leur couleur et leur tégument. Le champignon appartenant au genre Glomus est prédominant dans la présente étude ce qui est en accord avec les conclusions des nombreux autres travaux (Mridha et Dhar, 2007 ; Burni, 2009 ; Sharma, 2009). La prédominance des espèces du genre Glomus qui est de petite taille et de couleur sombre dans la plupart des écosystèmes suggère une meilleure adaptation de ce genre aux conditions les plus hostiles telles que la sécheresse, la salinité et autres stress environnementaux (Blaszkowski et al., 2002 ; Pande et Tarafdar, 2004). Adam (2019) a montré l’abondance des spores de taille petite et de couleur sombre dans les sols tropicaux. De ce fait, Perrier (2005), affirme la tendance des spores à devenir sombre (noire, marron) en condition de stress ou en présence de métaux ; ce qui est le cas du site de l’exploitation minière de Fort Dauphin. Selon Turrini et al., (2008), la diversité des champignons n’appartenant pas au genre Glomus, dans les écosystèmes fortement perturbés, est faible. Ceci peut être expliqué par la capacité des espèces de Glomus à initier un processus de colonisation à partir des spores qui sont des formes de résistance des MVA aux conditions difficiles tandis que les genres Gigaspora et Scutellospora se propageraient davantage avec d’autres types de propagules tels les hyphes, les fragments mycéliens extraracinaires (Brito et al., 2012). La distribution des espèces fongiques MVA semble être plus étroitement liée à la plante hôte, à la structure du sol et aux conditions environnementales qu’à la concurrence par d’autres espèces de champignons MVA (Koske, 1981). Les résultats de la détermination du Potentiels Infectieux Mycorhizogène du sol par la méthode du Nombre le Plus probables de Propagules (NPP), ont montré que les sols rhizosphériques sous Mimosa latispinosa, Hymenaea verrucosa, Leptolaena pauciflora ont un nombre le plus probable en propagules capable de mycorhizer les plantes de manière plus importante, par rapport au sol forestier de la zone de conservation. Cependant, ce dernier est fortement riche en spores, comparé aux espèces cibles. Ainsi, le sol forestier a une bonne capacité à mycorhizer les plantes. Ceci pourrait aussi s’expliquer par le fait que les sols des écosystèmes naturels contiennent souvent peu de spores vivantes et que beaucoup des spores encore viables sont incapables de fonctionner comme des propagules (Brundrett et Kendrick, 1988). Ces résultats montrent également que le potentiel infectieux mycorhizogène d’un sol ne dépend pas seulement du nombre des spores présentes dans ce sol, mais aussi de leur qualité et de leur capacité d’adaptation et d’infectivité (Meddich et al., 2015). En effet, la germination des spores dépend des propriétés du sol (pH, humidité, disponibilité en nutriments, température) et de la présence de plante hôte. Les deux espèces pionnières Mimosa latispinosa et Leptolaena

Discussion pauciflora, et l’espèce non pionnière Hymenaea verrucosa ont moins de spores, mais capables d’induire une forte mycorhization. Ces propriétés pourraient être à la base de la grande capacité d’adaptation des espèces pionnières malgré le stress environnemental au niveau de la zone dégradée. En effet, les légumineuses (Fabaceae) (Mimosa latispinosa et Hymenaea verrucosa) sont des espèces végétales fortement mycotrophes (Habt et al, 1991) et à forte dépendance mycorhizienne favorisant ainsi le développement des champignons ce qui a une incidence directe sur l’augmentation du potentiel mycorhizogène du sol (Dupponois et al., 2001). Dénombrement des microorganismes bénéfiques du sol Pour le cas des bactéries capables de solubiliser le phosphate (BSP), les analyses ont montré que les sols sous espèces pionnières (Aphloia théiformis et Mimosa latispinosa) possèdent un plus grand nombre BSP par rapport aux sols sous espèces non-pionnières (Hymenaea verrucosa et Psorospermum revolutum). Ces résultats sont consolidés par ceux de Cabugao en 2017 qui montrent une différence de la biomasse de BSP selon le type de plante et de la racine. Ces microorganismes contribuent au processus de croissance des plantes étant donné qu’ils s’activent dans le sol, provoquent la transformation, la solubilisation des phosphates organiques et la disponibilité du phosphore pour les plantes (Khan et al., 2009, Plassard et al., 2015). Cependant, les performances des bactéries sont affectées par de nombreux facteurs environnementaux, particulièrement les conditions de stress (Ahemad et Khan, 2012) et le type des plantes qui colonisent les sols (Cabugao, 2017). Comme suggéré par Maougal et al. (2014), ce genre bactérien pourrait être impliqué dans l’adaptation des légumineuses à de faibles disponibilités de P dans le sol. La densité de BSP enregistrée dans l’espèce pionnière Aphloia théiformis est corrélée négativement avec l’activité de phosphatase acide, car ce même sol a l’activité phosphatasique la plus faible. Le sol sous Aphloia théiformis pourrait avoir un pH basique et contenir une quantité suffisante en phosphore. Les actinomycètes sont largement distribués dans l’environnement. Leur capacité à coloniser les racines, les sols et à y maintenir une forte densité de population est remarquable (Haas et Keel, 2003). Les résultats obtenus ont montré que tous les sols, sauf le sable déminéralisé, contiennent des actinomycètes. Le nombre d’UFC/g de sol d’Actinomycètes est très notable dans le sol forestier. Le nombre de colonies d’Actinomycètes dans les sols sous espèces pionnières (Mimosa latispinosa, Leptolaena pauciflora et Aphloia théiformis) est similaire à ceux des densités sous espèces non pionnières (Hymenaea verrucosa et Psorospermum revolutum). La variation des densités d’actinomycètes pourrait être due au type de sol, et cela, probablement sous l’influence des différents facteurs environnementaux

Discussion tels que le pH du sol, les éléments nutritifs, la végétation, la variation des exsudats racinaires libérée dans le sol selon le type de végétation, ainsi que l’âge du sol (Zitouni et al., 2005). Les nombres de Pseudomonas du groupe des fluorescents enregistrés sont significativement très faibles dans tous les sols étudiés. Lepltolaena pauciflora et Aphloia théiformis n’en contiennent aucun. Pourtant les Pseudomonas sont le genre le plus abondant de la rhizosphère (Patten et Glick, 2002). Leur capacité à coloniser les racines et à y maintenir une forte densité de population est remarquable (Haas et Keel, 2003). Demba et al. (2018) ont également montré que les Pseudomonas sont favorisés par un sol riche en matière organique et nutriments, ils préfèrent des milieux proches de la neutralité, ils sont mieux adaptés dans un sol riche en argile et limon plutôt qu’en sable. Or, les sols étudiés ne présentent pas ces caractéristiques. En effet, les sols de Mandena sont des sols sableux avec un pH acide, les principaux éléments minéraux essentiels (N, P, K) sont peu abondants (Rasandy, 2008 ; Harifakarabo, 2015 ; Sarrasin et al., 2017), et pourrait rendre difficile la présence de Pseudomonas dans ces sols. La densité des microorganismes est donc nettement faible dans le sol sous l’espèce pionnière Aplhoia théiformis par rapport au sol sous les espèces pionnières Mimosa latispinosa et Leptolaena pauciflora ce qui est en accord avec les résultats du nombre le plus probable des propagules à infecter le sol. Si Mimosa latispinosa a largement été utilisée pour stabiliser les sols dégradés de Mandena (Sarasin et al., 2017), les résultats obtenus au cours de cette étude ont également montré la capacité d’une autre espèce pionnière (Leptolaena pauciflora) à permettre une amélioration des caractéristiques microbiologiques des sols. Cette dernière pourrait donc aussi être utilisée comme espèce pionnière lors des programmes de restauration. De plus, comme montrées au niveau de l’ACP, ces deux espèces pionnières forment un même groupe avec deux autres espèces non pionnières (Hymenaea verrucosa et Psorospermum revolutum). Ces résultats suggèreraient donc que dans un schéma de restauration, il serait intéressant d’utiliser ces deux espèces à la suite des espèces pionnières. En effet, dans le cadre d’une restauration écologique, les activités et les propriétés microbiologiques des sols rhizosphériques des espèces indiquent leur capacité à s’adapter aux perturbations des sols et à améliorer la qualité biologique des sols par le biais de ces microorganismes, et de faciliter l’intégration d’autres espèces.

Conclusion et perspectives

CONCLUSION ET PERSPECTIVES

En conclusion, les travaux réalisés lors de cette étude se sont essentiellement intéressés sur la caractérisation des sols rhizosphériques des cinq espèces végétales caractéristiques de l’écosystème minier de Mandena Fort Dauphin. Les résultats obtenus ont permis d’une part d’établir des donnés essentiels sur les caractéristiques des sols rhizosphériques de ces espèces et d’autre part de déterminer les valorisations possibles des espèces en fonction des propriétés de leur rhizosphère. Les successions végétales vont donc dépendre de la richesse des sols en microorganismes (champignons et bactéries), qui, en début de succession, vont faciliter l’établissement des espèces végétales pionnières et hautement mycotrophes comme les légumineuses. Celles-ci vont se développer et produire de la matière organique dont la minéralisation va libérer des éléments nutritifs et stimuler l’activité des microorganismes hétérotrophes dans ces sols. Les espèces non pionnières vont alors pouvoir s’installer après cette phase d’amélioration des propriétés chimiques et biologiques du sol. Les interactions sol- plante-microorganisme joue donc un rôle déterminant dans le maintien de la biodiversité végétale et dans la productivité des écosystèmes terrestres. Les légumineuses se développaient mieux sur les sols peu fertiles, en partie à cause des microorganismes symbiotiques colonisant leur système racinaire à savoir les champignons mycorhiziens et les rhizobia. En retour, ces légumineuses auraient la capacité de favoriser le développement de propagules fongiques (hyphes mycéliennes, spores) dans leur rhizosphère. De plus, les espèces natives ont l’avantage de préserver le bagage génétique de la région et elles sont normalement les mieux adaptées aux conditions du sol, aux conditions climatiques ainsi qu’aux processus écologiques du site. Il a été relevé que Mimosa latispinosa et Leptolaena pauciflora pourraient améliorer la qualité biologique des sols dégradés grâce à ses microorganismes rhizosphériques. Ces deux espèces pionnières pourraient être utilisées comme plantes nurses dans les programmes de restauration écologique du site Mandena. Ces espèces pourraient faciliter l’intégration des deux espèces non pionnières Hymenaea verruccosa et Psorospermum revolutum.

Conclusion et perspectives

Ces résultats ne sont que des résultats préliminaires qui ouvrent également des perspectives de recherche. Ainsi, il serait intéressant pour la suite de ce travail de : ➢ analyser les éléments minéraux essentiels pour la plante (N, P, K, C) ➢ étudier l’impact des espèces cibles sur la qualité du sol en fonction du temps. ➢ analyser l’effectivité des spores de champignons endomycorhiziens inoculées avec d’autres espèces cibles. ➢ évaluer l’effet facilitatrice de Mimosa latispinosa et de Leptolaena pauciflora sur d’autres espèces cibles du projet. ➢ isoler des microorganismes afin de déterminer les souches les plus effectives et de dénombrer d’autres types de microorganismes.

Références bibliographiques

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Annexes

ANNEXES Annexe 1 : Composition de la gamme étalon préparée à partir d’une solution standard de fluorescéine 0 1 2 3 4 5 Tampon phosphate (μl) 1000 990 980 970 960 950 Acétone (μl) 1000 990 980 970 960 950 Solution standaard de 0 10 20 30 40 50 fluorescéine (μl)

Annexe 2 : Préparation des solutions tampons. ❖ Préparation du tampon Mc Ilvain : Le tampon Mc Ilvain ou le tampon Universel Modifié est un mélange de la solution A et la solution B. Solution A : 19,21g d’acide citrique est dissout dans 1000ml d’eau déminéralisée. Solution B : 53,65g de Na2HPO4 ,7H2O ou 71,7g de Na2HPO4, 12H2O sont mis en solution dans 1000ml d’eau déminéralisée. Le pH du tampon Mc Ilvain varie suivant les quantités de la solution A et de B selon le tableau ci-après : Tableau : Les mélanges des deux solutions A et B avec les pH correspondants 4,8 A(X) B(Y) pH 25,2 24,8

5 44,6 5,4 2,6 24,3 25,7

5,2 42,2 7,8 2,8 23,3 26,7 5,4 39,8 10,2 3 22,2 27,8

3,2 5,6 37,7 12,3 21 29

3,4 19,7 30,3 5,8 35,9 14,1

3,6 17,9 32,1 6 33,9 16,1 3,8 16,9 33,1 6,2 32,3 17,7 6,4 30,7 19,3 4 15,4 34,6

6,6 29,4 20,6 4,2 13,6 36,4

6,8 27,8 22,2 4,4 9,1 40,9

7 26,7 23,3 4,6 6,5 43,6

Annexes

Pour 50ml de tampon Mc Ilvain à pH=7 par exemple, on additionne 6,5ml de la solution A avec 43,6ml de la solution B. Cette solution à pH=7 est communément appelée « solution stock ».

❖ Solution tampon potassium phosphate

8,7g de K2HPO4 et 1,3g de KH2PO4 sont dissouts dans 800ml d’eau distillée. Le pH de la solution est ensuite mesuré et ajusté à 7,6 à l’aide de la soude et le tout est enfin complété à 1 litre. La solution est soit utilisée directement, sinon elle est conservée à 4°C.

Annexe 3 : Composition des milieux de culture et de la solution PBS

COMPOSITION DU MILIEU TCP, COMPOSITION DU MILIEU pH 7 KING B, pH 7,2 REACTIFS Quantité REACTIFS Quantité

NH4Cl 5g Polypeptone 20g Glycérol 10g NaCl 1g Phosphate 1,5g MgSO4 1g bipotassique Ca3(PO4)2 4g Sulfate de 1,5g magnésium Glucose 10g Agar 15g Agar 20g ED 1l

COMPOSITION MILIEU WAKSMAN REACTIFS Quantité Glucose 20g Casitone 5g NaCl 5g Beef extract 3g Agar 20g ED 1l

Annexes

COMPOSITION PBS REACTIFS Quantité

CaCl , 2H O 0.123g 2 2 MgSO4 0.054g

KCl 0.2g

NaCl 8g

Na HPO 0.115g 2 4 ED 800ml

pH 7.4

Completer à 1l

Annexe 4 : Préparation des solutions pour la coloration des racines

Bleu trypan Potasse hydroxyde Acide lactique 333 ml KOH 100 mg Glycérol 333 ml Eau distillé 1000 ml Bleu trypan 0,5 g Eau distillée 333 ml

Annexes

Annexe 5 : Calcul du nombre le plus probable de propagule Le nombre le plus probable de propagules fongiques (NPP) contenu dans le pot sans dilution est donné par log 10 NPP = x log a – K où a est le facteur de dilution soit 4 dans notre cas. Donc log 10 NPP = 0.60206x − K x représente le niveau fertile moyen. nombre total de plantes mycorhizées 푥 = nombre de cultures pour chaque dilution soit dans notre cas : nombre total de plantes mycorhizées 푥 = 3

Valeurs du facteur k pour des dilutions de facteur 4 Nombres de dilutions 6 ou 6 ou x 4 5 y 4 5 plus plus 0.4 0.74 0.706 0.707 3.5 0.55

0.6 0.615 0.617 0.618 3 0.548

0.8 0.573 0.576 0.577 2.5 0.545 0.545

0 0.555 0.558 0.559 2 0.537 0.537 0.537

1.5 0.545 0.551 0.553 1.5 0.522 0.522 0.522

2 0.573 0.548 0.551 1 0.488 0.488 0.488

2.5 0.545 0.552 0.8 0.464 0.464 0.464

0.552* 0.6 0.431 0.431 0.431

0.4 0.375 0.375 0.375

La valeur K est déterminée en entrant dans la table avec x ou y. y représente le niveau stérile moyen. y = nombre de niveau de dilution – x soit dans notre cas: y = 6 – x

Annexes

Annexe 6 : Classification des cinq espèces végétales Mimosa latispinosa Classe : Equisotepsida Ordre: Fabales Famille: Fabaceae Genre: Mimosa Espèce: latispinosa Nom vernaculaire : Rakaraka

Leptolaena pauciflora Classe : Equisotespida Ordre: Malvales Famille: Sarcolaenaceae Genre: Leptolaena Espèce: pauciflora Nom vernaculaire : Fotombavy

Aphloia théiformis Classe : Dicotylédones Ordre: Crossosomatales Famille: Aphlioaceae

Genre: Aphloia Espèce: théiformis Nom vernaculaire : Fandramanana

Hymenaea verrucosa Classe : Equisotepsida Ordre: Fabales Famille: Fabaceae Genre: Hymenaea Espèce: verrucosa Nom vernaculaire : Copalier

Psorospermum revolutum Classe : Equisetopsida Ordre: Malpighiales Famille: Clusiaceae Genre: Psorospermum Espèce: revolutum Nom vernaculaire : Harongapanihy

Annexes

Annexe 7 : LE PROJET DECORE Le projet DECORE « DEveloppement d’un pôle de COmpétences local en matière de Restauration Ecologique de la végétation originelle et de production de bois dans les surfaces exploitées par Qit Madagascar Minerals (QMM) : importance des interactions biodiversités hypogée et épigée » est un projet de recherche-action regroupant l’équipe de chercheurs du Centre National de Recherches sur l’Environnement et l’équipe de restauration écologique de la société Qit Madagascar Minerals en collaboration étroite avec la communauté locale. Ce projet est financé conjointement par le programme SEP2D (Sud Expert Plante pour le Développement Durable) de l’Institut de Recherche pour le Développement (IRD) et le Qit Madagascar Minerals (QMM) pour une durée de trois ans (2017 – 2020) à compter du mois de juillet 2017. En effet, protéger et restaurer la richesse biologique d’une forêt naturelle perturbée, suite à des activités d’exploitation minière, restent des défis à relever, notamment dans les pays en voie développement comme Madagascar. Parfois, l’absence de collaboration fructueuse entre les entités opérationnelles, communautaires, politiques et scientifiques constitue l’un des blocages majeurs à surmonter. Durant ce projet, cette équipe pluridisciplinaire participera au renforcement des efforts déployés par QMM, en matière de restauration des zones dégradées, grâce à la mise en place d’un plan d’aménagement adéquat respectant l’équilibre écologique de cet écosystème unique et les besoins/attentes de la population locale en matière de compositions floristique et faunistique. Afin de garantir des résultats tangibles, les activités proposées impliqueront la population locale non seulement en matière de choix des espèces à privilégier dans les programmes de restauration, mais également à travers des activités de formation visant à améliorer leurs compétences en matière d’activités alternatives (culture maraîchère, culture des légumineuses à graines …), de production de plantules en pépinière et suivi de leur développement sur le terrain et enfin, de production de bois (de chauffe, d’œuvre …). On parle de réhabilitation, de restauration, de réaffectation pour désigner un ensemble de processus dont le principal objectif est de trouver une réutilisation respectueuse des zones dégradées à défaut de pouvoir atteindre la structure originelle. Une restauration écologique digne de ce nom doit se baser impérativement sur une connaissance approfondie du fonctionnement de l’écosystème concerné mieux qu’à ne citer que son historique, sa composition floristique, le bio-fonctionnement du sol, les propriétés du sol, les types de perturbation, la dynamique des végétations et les espèces à valoriser tout en tenant compte des perceptions et des besoins de la population environnante. Le projet DECORE priorisera les

Annexes espèces végétales qui sont issues de la zone de Fort Dauphin pour la restauration. Leurs caractéristiques écologiques et leurs valeurs socio-économiques serviront de critères pour assurer le succès de cette opération. Les activités principales du projet concerneront l’étude approfondie du fonctionnement de cet écosystème minier, l’identification des espèces végétales prioritaires en fonction des attentes et des besoins de la population locale en matière de bois (énergie, construction, médecine…), et enfin, le renforcement des compétences locales en matière de mise en place et d’entretien d’une pépinière destinée aux plantules améliorées (adaptées aux conditions de stress environnementales) ainsi qu’à la conduite d’un reboisement écologique. L’opération va se diviser en deux parties bien distinctes à savoir : une parcelle destinée à la production de bois pour la population locale (alternative aux bois de la forêt) et une parcelle qui sera gérée par la société QMM servira principalement pour la restauration proprement dite. Les techniques innovantes qui font la spécificité de ce projet sont i) l’exploitation des potentialités des microorganismes bénéfiques pour les plantes (bactéries fixatrices d’azote et champignons mycorhiziens) connus pour leur implication dans l’amélioration de l’acquisition de l’azote et du phosphore dans un sol peu fertile et perturbé, ii) le respect de la succession végétale naturelle à travers le phénomène de facilitation plante-plante (phénomène décrivant la capacité de certaines espèces végétales à favoriser le développement d’autres espèces qui s’installent après elles via des mécanismes complexes pouvant être chimiques, biologiques, ou mécaniques), et enfin, iii) un reboisement multi-spécifique (utilisant plusieurs espèces végétales) imitant au maximum la structure originelle de la végétation. Il en ressortira alors, après des études au laboratoire, des plantules conditionnées (améliorées) prêtes pour affronter le stress environnemental du milieu où elles seront transplantées en respectant un schéma de reboisement bien défini. Une autre approche concerne la valorisation du sol de surface (topsoil), obtenu après l’excavation, qui, du fait de ses propriétés physico-chimiques et biologiques, pourrait servir de source de biodiversité végétale et microbienne, et est donc susceptible d’être utilisé pour amender les sols nus/dégradés avant la transplantation des plantules. Cependant, le topsoil est un produit instable et très complexe qui nécessite la mise en place d’un processus de stabilisation et d’enrichissement basé sur des études approfondies de ses propriétés et son fonctionnement. Il s’agit là de l’autre axe de ce projet qui fait actuellement l’objet d’une thèse de Doctorat au sein de l’Ecole Doctorale « Sciences de la Vie et de l’Environnement (SVE) » de l’Université d’Antananarivo.

Abstract

Microbiological potential of rhizospheric soils of the five plant species of the Mandena Fort Dauphin mining ecosystem (Mimosa latispinosa, Leptolaena pauciflora, Aphloia theiformis, Hymenaea verrucosa, Psorospermum revolutum).

The objective of this study was to describe the microbiological parameters that characterize the rhizospheric soils of species that colonize areas disturbed by the mining activities of the QMM company with a view to their valuation in ecological restoration programs. The work undertaken within the framework of this study relates to the following main axes: the determination of the enzymatic activities of the soil (overall microbial activities, acid phosphatase activity), the evaluation of the mycorrhizogenic infectious potential (density and diversity of spores, the most probable number of infective propagules (MPN) of rhizospheric soils) and the density of beneficial soil microorganisms (phosphate solubilizing bacteria, fluorescent Pseudomonas and Actinomycetes). The soil samples were collected under five plant species which are Mimosa latispinosa, Leptolaena pauciflora, Aphloia theiformis, Psorospermum revolutum and Hymenaea verrucosa. The results obtained showed the ability of all the species studied, especially the pioneer species Mimosa latispinosa and Leptolaena pauciflora, to improve the microbiological fertility of degraded soils at the Mandena mining site, and bring the properties of the soil to that of the forest soils in the area conservation. Thus, taking into account the degradation of mining spoil, the use of Mimosa latispinosa and Leptolaena pauciflora in the first vegetation sequence could revitalize the succession of more or less fixed plant groups. The other species, Hymenaea verruccosa and Psorospermum revolutum, could play the role of secondary species. These species, by enriching and protecting the soil, would facilitate the establishment of the target species of the QMM company, more demanding from the surrounding areas, allowing the plant cover to evolve into increasingly diverse plant groups Keywords : Ecological restoration, rhizospheric soils, QMM, rhizospheric microorganisms, pioneer species.

Author : RAKOTOMALALA Rijanirina E-mail : [email protected] Advisor : Pr RAMANANKIERANA Heriniaina Dr BAOHANTA Rondro Harinisainana

Résumé

Potentialités microbiologiques des sols rhizosphériques de cinq espèces végétales de l’écosystème minier de Mandena Fort Dauphin (Mimosa latispinosa, Leptolaena pauciflora, Aphloia theiformis, Hymenaea verrucosa, Psorospermum revolutum)

L’objectif de cette étude était de décrire les paramètres microbiologiques qui caractérisent les sols rhizosphériques des espèces qui colonisent des zones perturbées par les activités d’exploitation minière de la société QMM en vue de leur valorisation dans des programmes de restauration écologique. Les travaux entrepris dans le cadre de cette étude concernent les principaux axes suivants : la détermination des activités enzymatiques du sol (activités microbiennes globales, activité phosphatasique acide), l’évaluation du potentiel infectieux mycorhizogène (densité et diversité des spores, le nombre probable de propagules (NPP) des sols rhizosphériques) et de la densité des microorganismes bénéfiques du sol (les bactéries solubilisatrices de phosphate, les Pseudomonas fluorescents et les Actinomycètes) sur les sols sous les espèces Mimosa latispinosa, Leptolaena pauciflora, Aphloia theiformis, Psorospermum revolutum et Hymenaea verrucosa. Les résultats obtenus ont montré la capacité de toutes les espèces étudiées surtout les espèces pionnières Mimosa latispinosa et Leptolaena pauciflora à améliorer la fertilité microbiologique des sols dégradés du site minier de Mandena. Ces sols présentent d’ailleurs des caractéristiques proches de celles du sol forestier de la zone de conservation. Ainsi, compte tenu de la dégradation des déblais miniers, l’utilisation de Mimosa latispinosa et Leptolaena pauciflora en première séquence de végétation pourrait redynamiser la succession de groupements végétaux plus ou moins figés. Les autres espèces, Hymenaea verruccosa et Psorospermum revolutum, pourraient jouer le rôle des espèces secondaires. Ces espèces, par enrichissement et protection du sol, faciliteraient l’implantation des espèces cibles de la société QMM, plus exigeantes provenant des zones environnantes, permettant à la couverture végétale d’évoluer vers des groupements végétaux de plus en plus diversifiés. Mots clés : restauration écologique, sols rhizosphériques, QMM, microorganismes rhizosphériques, espèces pionnières.

Auteur : RAKOTOMALALA Rijanirina E-mail : [email protected] Encadreurs : Pr RAMANANKIERANA Heriniaina Dr BAOHANTA Rondro Harinisainana