(Cyprinodontidae) Et Gambusia (Poeciliidae) En Algérie: Statut Écologique Et Variabilité Biologique

N° d’ordre : 09/2011-M/S.B République Algérienne démocratique et populaire Ministère de l’Enseignement Supérieur et de la Recherche Scientifique Université des Sciences et de la Technologie Houari Boumediene Faculté des Sciences Biologiques

MEMOIRE Présenté pour l’obtention du diplôme de MAGISTER En : Sciences BIOLOGIQUES Spécialité : Biologie des populations animales

Par : Melle HASSEN Anissa Sujet :

Les genres Aphanius (Cyprinodontidae) et Gambusia (Poeciliidae) en Algérie: statut écologique et variabilité biologique

Soutenu publiquement le : 19 / 09 / 2011 devant le jury composé de :

M HARCHOUCHE K. Maître de Conférences à l’USTHB Président M BOUHADAD R. Professeur à l’USTHB Directeur de thèse M LOUNACI A. Professeur à l’université de TIZI OUZOU Examinateur M ZOUAKH D. Maitre de Conférence/A à l’ENSSMAL/Alger Examinateur M ALILI D. Maître Assistant/A à l’USTHB Invité

Dédicaces

Je dédie ce travail à la mémoire d’une personne qui m’est très chère « Mon grand père Djoudi Bouzid » qui nous a quitté le 3 mai 2010, que ton âme repose en paix , (au seigneur nous appartenons et à lui nous revenons). Mon grand père qui m’a toujours encouragé et soutenu dans mes choix et dans mes études, et qui nous manquera à jamais.

Je dédie également ce travail à mon père Mouloud, ma mère Djoudi Nadjia, et à mon frère Yacine, qui ont toujours été présents et qui m’ont soutenu et aidé.

Je le dédie également :  à mes grands parents : mémé, mamie, papi, mes tantes, mes oncles ainsi qu’a mes cousines et cousins.

 toutes mes copines : Malika Dahmani, Ilham Sahki , Yasmine Belabbas Nabi

 à toutes les personnes qui comptent à mes yeux, et qui ont contribué d’une manière ou d’une autre a changer ma vie.

Remerciements

Je tiens à adresser mes remerciements à mon directeur de thèse, Monsieur BOUHADAD Rachid professeur à la Faculté des Sciences Biologiques (USTHB), qui a accepté de m’encadrer tout au long de ce projet, je le remercie également pour sa rigueur professionnelle.

Je tiens à remercier vivement Mr HARCHOUCHE K, Maître de Conférences (FSB, USTHB) qui a accepté de présider ce jury. Je remercie sincèrement Monsieur LOUNACI A. Professeur à l’université de Tizi Ouzou de nous avoir honoré de sa présence et d’avoir accepté d’examiner ce travail. Je remercie Mr ZOUAKH D, Maître de Conférences au sein de l’USTHB d’avoir accepté d’évaluer ce travail. Je remercie Mr ALILI D. Maître assistant au niveau de l’USTHB d’avoir accepté l’invitation pour faire parti du jury.

Je remercie sincèrement l’équipe d’écologie animale (FSB) , en commençant par Monsieur Moulla M , Mlle Belabbes Nabbi , mes camarades en post graduation : Naama , Belkacem ,Lynda , Louisa , Amina , qui n’ont jamais hésité à apporter leurs soutiens ou aides tout au long de mon travail.

Je remercie les membres de l’unité du centre cynégénétique du Lac de Reghaia qui ont été présents et qui m’ont permis de récolter des échantillons au sein de cette zone humide, merci à Fatiha qui a su m’enrichir de conseils.

Je Remercie le directeur du Jardin d’essai d’El Hamma , qui m’a permis de récolter des échantillons au niveau du bassin anglais , ainsi qu’à l’ensemble des vétérinaires , plus précisément « Samia » , et a l’équipe d’animaliers qui n’ont jamais hésité à se déplacer avec moi , et à me fournir l’aide nécessaire même lorsque la météo n’était pas appropriée .

Je Remercie Madame Zarouala Ziata, qui m’a ouvert les portes de son laboratoire et qui n’a pas hésité à tout mettre en œuvre pour la réussite des expériences de caryologie. Je remercie également les membres de l’unité de son laboratoire pour leurs soutiens (Nawal, Nadia, Razika et Naima) et en particulier mon ancienne binôme « Bahlouli Asma ».

Je tiens également à remercier sincèrement Monsieur Beaudouin Rémy, qui m’a permis d’accéder à une riche bibliographie tout au long de ce projet. Je remercie Monsieur Akbache Abderrazak pour ses précieux conseils et ses encouragements.

Merci à mes Chers parents et à mon frère de m’avoir soutenu lors de tout ce travail, sans qui je n’aurais probablement pas pu réussir. Merci pour votre aide que ce soit sur le terrain ou d’un point de vu théorique ou matériel, merci pour votre investissement et surtout pour votre patience. Je remercie toutes les personnes qui m’ont aidé, en particulier, merci à Malika, Fouzia , Hanane, Nadia et Assia.

Résumé

Le genre Aphanius et le Genre Gambusia sont des petits poissons appartenant à l’ordre des Cyprinodontiformes, ils se nourrissent principalement de larves de moustiques dont les Diptères (Culicidae). Le Genre Aphanius possède une grande diversité d’espèces à travers le monde. L’IUCN (Union internationale pour la conservation de la nature) a classé certaines de ces espèces comme étant menacées d’extinction. En Algérie on retrouve quatres espèces : Aphanius fasciatus, Aphanius saourensis, Aphanius iberus et Aphanius apodus. Aphanius apodus est une espèce endémique d’Algérie. Sur la base d’une enquête établie par des personnes sollicitées par notre laboratoire d’écologie animale (FSB-USTHB) : ce poisson n’a pas été retrouvé au niveau des zones humides de la région de Batna, ce qui prouve qu’il aurait probablement disparus. Le genre Gambusia a été introduit en Algérie en 1921, pour lutter contre les maladies transmissibles par le moustique (tel que le paludisme). Et depuis, cette espèce s’est propagée à différentes zones humides. Dans le but de contribuer à la connaissance de la variabilité de ce poisson, plusieurs échantillonnages ont été effectués en plusieurs biotopes, à savoir : au niveau du lac de Réghaia dont l’eau est considérée comme étant très polluée, au niveau du bassin anglais du jardin d’essai d’Elhamma où l’eau n’est pas souillée, ainsi qu’au niveau des zones humides de la région d’Adrar et de Timimoun dont le degré de salinité de l’eau est élevé. Le coefficient de variation élevé révèle que les males de la région de Timimoun présentent un grand polymorphisme, ce qui prouve qu’ils se seraient bien adaptés aux conditions du milieu, ainsi que les femelles du jardin d’essai d’Elhamma qui présentent également un grand polymorphisme dû aux conditions adéquates du milieu. Le dénombrement caryologique effectué durant ce travail a démontré que Gambusia affinis présente en Algérie possède un nombre de 48 chromosomes ce qui est similaire à Gambusia affinis issue d’Italie alors que cette même espèce en Inde ne présente que 46 chromosomes. Des expériences de tolérance à des conditions extrêmes du milieu concernant la salinité et la température ont prouvé que le genre Gambusia résistait au taux de salinité compris entre 0gr/l et 13gr/l lors d’un transfert brusque alors qu’en transfert progressif il pouvait résister jusqu'à 17gr/l et qu’il pouvait survivre à une température comprise entre 11°C et 39°C. Une étude de simulation a montré que la salinité pouvait être considérée comme un facteur de sélection pour le genre Gambusia. Aussi une étude comportementale de Gambusia affinis nous a permis d’avoir une approche sur le mode de reproduction de cette espèce qui reste dépendant des conditions du milieu avec une température avoisinante des 25°C et de son régime alimentaire vu qu’elle se nourrit de larve de moustiques, d’œufs d’autres poissons ainsi que de ses propres alevins.

Mots clés : Poisson, Gambusia affinis, Aphanius, Conservation, biodiversité, caryotype, simulation, adaptation.

Sommaire

Introduction générale ………………………………………………………………………. 1 I-Données générales- I.1. Statut du genre Gambusia ……………………………………………………………… 3 I.1.1. Caractères bio-écologiques ………… ...……………………………………… 3 I.1.2. Distribution géographique …………………………………………………….. 8 I.2. Statut du genre Aphanius ………………………… …………………………………… 11 I.2.1. Caractères bio-écologiques …………… ………………………………………11 I.2.2. Distribution géographique …………………………………………………… 11 - Aphanius fasciatus ………………………………………………………...13 - Aphanius Apodus …………………………………………………………15 - Aphanius iberus …………………………………………………………... 15 - Aphanius saourensis ……………………………………………………… 16 II-Matériels et méthodes- II.1. Zones d’études du genre Gambusia ………………………………………...……...… 18 II.1.1. Le lac de Réghaia ……………………… ………………………………… 18 II.1.2. Le bassin anglais du jardin d’essai d’Elhamma …………………………… 20 II.1.3. Zone humide d’Adrar et de Timimoun …….… …………………………….. 21 II.2. Récolte des échantillons …………………………………..…………………………… 22 a. Le genre Aphanius ………………………………………………………... 22 b. Le genre Gambusia ………………………………………………………. 22 II.2.1. Technique de pêche ………………………………………………………….. 24 II.3. Travaux au laboratoire …………………………………………………………...…… 25 II.3.1. Détermination du sexe …………………………………………………….. 25 II.3.2. Identification des variables ………………………………………………… . 26 II.3.3. Le sex-ratio pour les 4 stations ………………… …….………………… 29 II.3.4. Analyse statistique Univarié …………………………………………………. 29 - Mensurations et longueur du corps …………………………………………… 29 II.3.5. Analyse statistique multivariée ……………………………………………… 29 II.3.5.1. Analyse en composantes principales ……………………………… 29 II.3.5.2. Classification ascendante hiérarchique …………………………….. 30 II.3.6. Calcul du coefficient de variation …………………………………………… 31 II.3.7. Caryologie …………………………………………………………………. 31 II.3.8. Etudes du facteur de sélection ………………………………………………..35

II.3.8.1. Etude de la sélection par rapport à la température………..………… 35 II.3.8.2. Etude de la sélection par rapport à la salinité ……………………... 35 a- Etude de la sélection par rapport à la variation de salinité : (transfert directe) …. 36 b - Etude de la sélection par rapport à la variation de salinité: (transfert progressif). 37 II. 3.8.1. Etude d’un facteur de sélection par simulation ………………….…37 II.3.9. Etude comportementale ...…………………………………………….……… 39 II.3.9.1. Expérience sur la Détermination du régime alimentaire………….. 39 a - Régime alimentaire : larvivore ……………………………….. 39 b - Régime alimentaire : œufs d’autres poissons ………………... 40 II.3.9.2. Expérience déterminante des conditions de reproduction ………… 40 -Résultats et discussions- III.1. Récolte des échantillons ……………………………………………………………… 42 III.1.1.Le genre Aphanius …………………………………………………………… 42 III.1.2. Le genre Gambusia ………………………………………………………… 42 III.2. Caractérisation phénotypique ………………………………………………………… 43 III.2.1. Détermination du sexe ……………………………………………………... 43 III.2.2. Mensuration des variables ………………………………………………… 44 III.3. Analyse statistique Univarié …………………………………………………….…… 44 III.3.1. Mensurations et longueur du corps ………………………………………... 44 III.4. Analyse statistique multivariée …………………………………………………..…… 46 III.4.1. Analyse en composantes principales ……………………………………… 46 III.4.2. Classification ascendante hiérarchique …………………………………….. 51 III.5. Calcul du coefficient de variation ………………………………………………….. . 53 III.6. Caryologie …………………………………………………………………………… 56 III.7. Etudes du facteur de sélection ………………………………………………………. 58 III.7.1. Etude de la sélection par rapport à la température ………………………… 58 III.7.2. Etude de la sélection par rapport à la salinité ……………………………… 61 a - Etude de la variation de salinité : (transfert directe) …………………...… 61 b - Etude de la variation de salinité: (transfert progressif) …………………... 63 III.7.3. Etude d’un facteur de sélection par simulation de 8 populations idéales …. 66 III.8. Etude comportementale ……………………………………………………………… 67 III.8.1. Expérience sur la Détermination du régime alimentaire ………………….… 67 a - Régime alimentaire : larvivore ………………………………………….. 67

b - Régime alimentaire : œufs d’autres poissons ……… ……………..… 70 III.8.2. Expérience déterminante les conditions de la reproduction ………………… 72 IV. Conclusion et perspective ……………………………………………………………… 77 V. Bibliographie.. …………………………………………………………………………… 79 -Annexes-

Liste des abréviations

ACP : analyse en composantes principales ADN : acide désoxyribonucléique CAH : classification ascendante hiérarchique CNDPA : centre national d’études et de documentation pour la pêche et l’aquaculture C.V. : coefficient de variation G. affinis: Gambusia affinis OMS: organisation mondial de la santé Ph: potentiel hydrogène rpm: rotation par minute RPMI: Roswell Park Memorial Institute SVF: sérum de Veau Fœtal Tr: taux de survie relatif Ts : taux de survie

Liste des figures Figure 1 : Individus du genre Gambusia femelle et mâle, et leurs nageoires anales( Croquis des nageoires et croquis des extrémités du gonopode) …………….………………………. 4 Figure 2 : Phyllograme du genre Gambusia basé sur l’analyse de séquence de l’ADN mitochondrial. ………………………………………………………………………………4 Figure 3 : Répartition du genre Gambusia à travers l’Algérie ……………………………. 10 Figure 4 : Distribution du genre Aphanius dans le bassin méditerranéen ………………. 12 Figure 5 : Distribution du genre Aphanius à travers l’Algérie ……………………………. 13 Figure.6 : Aphanius fasciatus en aquarium . ……………………………………………… 16 Figure 7 : Aphanius apodus en aquarium ……………………………………………….. 16 Figure 8 : Aphanius iberus en aquarium………………………………………………….. 16 Figure 9 : Aphanius iberus mâle : différence moléculaire entre A. saourensis, A. iberus et A. baeticus ………………………………………………………………………..……………17 Figure 10 : Aphanius saourensis Mâle ……….……………………………….…………... 17 Figure 11 : Aphanius saourensis femelle ………………………………………………… 17 Figure 12 : Vu satellite du lac de Réghaia …………………………………………………19 Figure 13 : Schéma du lac de Réghaia …………………………………………………… 19 Figure 14 : Le lac de Réghaia……………………………………………………………… 20 Figure 15 : Le bassin anglais au niveau du jardin d’Essai d’elhamma ……………………21 Figure 16 : Rénovation du bassin anglais du jardin d’Essai d’elhamma ………………… 21 Figure 17 : Zones d’échantillonnages du genre Gambusia en Algérie ……………………. 23 Figure18 : La pollution en amont du lac de Réghaia ……………………………………… 24 Figure 19: Pêche à l’épuisette au niveau du lac de Réghaia (en aval du lac) ……………… 24 Figure 20 : Pêche a l’épuisette u niveau du bassin anglais d’Elhamma …….…………… 25 Figure 21 : Pèche à l’épuisette au niveau du bassin anglais d’Elhamma …………………25 Figure 22 : Individu du genre Gambusia femelle …………………………..……………..26 Figure 23 : Individu du genre Gambusia femelle …………..……………………………. 26 Figure 24: Individu du genre Gambusia mâle ……………………………………………...26 Figure 25: Individu du genre Gambusia mâle .. …………………………………………... 26 Figure 26 : Méthode d’étude et identification des variables …….………………………. 27 Figure 27 : Matériels utilisés pour l’identification des variables : pied à coulisse, loupe .. 27 Figure 28 : Identification des variables chez les individus Gambusia affinis femelle et mâle ……………………………………………………………………………………………… 28 Figure 29 : Etapes de caryologie pour Gambusia affinis ……………………………………34

Figure 30: Interface de « simul386 » .. …………………………….……………………….38 Figure 31 : Individus femelles de G. affinis isolées dans l’aquarium avant la naissance des alevins ……………………………………………………………………………………… 40 Figure 32: Grille qui isole les Gambusia affinis gravides des alevins nouveaux nés . ……. 40 Figure 33 : Variation du sex-ratio au niveau des 4 stations étudiées …………….……… 43 Figure 34 : Variation de la longueur totale chez les femelles G.affinis …………………… 45 Figure 35 : Variation de la longueur totale des différentes G.affinis mâles………………… 45 Figure 36 : Analyse en composantes principales pour les variables ……………………… 47 Figure 37 : Analyse en composantes principales pour les individus femelles …….……… 48 Figure 38 : Analyse en composantes principales pour les variables …………….……….. 49 Figure 39 : Analyse en composantes principales pour les individus mâles ….……………. 50 Figure 40: Classification ascendante hiérarchique pour les individus femelles ………… 51 Figure 41: Classification ascendante hiérarchique pour les individus mâles ……………… 52 Figure 42 : Distribution des coefficients de variations transformés « CVPt » mâles ……… 54 Figure 43: Distribution des coefficients de variations transformés « CVPt » Femelles…… 55 Figure 44 : Distribution comparative entre le coefficient de variation brute et le coefficient de variation transformé chez les individus mâles des différents biotopes étudiés …………… 55 Figure 45 : Distribution comparative entre le coefficient de variation brute et le coefficient de variation transformé chez les individus femelles des différents biotopes étudiés ……… 55 Figure 46 :Dénombrement chromosomique chez G.affinis GX100 : 48 chromosomes. ………………………………………………..…………………………………………… 57 Figure 47 : Dénombrement chromosomique chez Gambusia affinis GX100 : 48 chromosomes dispersés dans la cellule, qui semblent tous acrocentriques. ……………………………………………………………………………………….……… 57 Figure 48 : Evolution du taux de survie des individus Gambusia affinis exposés a différentes températures ……………………………………………………………………………… 60 Figure 49 : Evolution du taux de survie des individus Gambusia affinis exposés à différentes concentrations salines …………………………………………………..………………… 63 Figure 50 : Evolution du Taux de survie des individus Gambusia affinis exposé à différentes concentrations salines avec transfert progressif ………………………………..………… 65 Figure 51 :Fixation de l’allèle A chez les 8 populations : On remarque que le gène A commence à se fixer au bout de la 4eme génération. ……………………………………… 66 Figure 52 : Evolution de l’allèle A chez les 8 populations : On remarque que le gène A commence à se fixer au bout de la 7eme génération. ……………………………………… 66

Figure 53 : Evolution de l’allèle A chez les 8 populations: On remarque que le gène A commence à se perdre au bout de la 5eme génération. …………………………………… 66 Figure 54: Distribution du taux de larves de moustique à différents temps ……………… 67 Figure 55: Individus Gambusia affinis mâle et femelle : la forme de la bouche orientée en position super ……………………………………………………………………………… 69 Figure 56: Individus du genre Gambusia : se nourrissant à la surface de l’eau….……… 69 Figure 57: Individus du genre Gambusia : se regroupant vers la surface de l’eau pour se nourrir ……………………………………………………………………………………… 70 Figure 58 : Individus du genre Gambusia qui mangeant les œufs de lumps ……………… 70 Figure 59 : Distribution du taux d’œufs de lumps a différents temps …………………… 71 Figure 60 : Individu Femelle G.affinis avec ses petits alevins ……………………… …… 73 Figure 61 : la naissance d’un alevin ………………………………………………… …… 73 Figure 62 : Un alevin né depuis 1 minute ………………………………………………… 73 Figure 63 : Etape 1 d’une naissance d’un alevin ………………………………………… 74 Figure 64 : Etape 2 : alevin 1 libéré et naissance du 2eme alevin ………………………… 74 Figure 65 : Etape 3 : alevin suivant libéré et apparition d’un autre alevin ………………… 74 Figure 66 : Plusieurs alevins issus d’une même portée …………………………………… 75 Figure 67: Distribution du nombre d’alevin issus de différentes portées au cours de l’expérience de reproduction ……………………………………………………………… 76

Liste des Tableaux Tableau 1 - Identification des variables …………………………………………………… 29 Tableau 2 - Les moyennes des variables morphometriques femelles …………………… 30 Tableau 3 - Les moyennes des variables morphometriques mâles ……………………… 30 Tableau 4 - Echantillonnage effectué sur plusieurs stations et calcul du sex-ratio ……… 43 Tableau 5 -Valeur du coefficient de régression du log M0 pour les populations femelles.. 53 Tableau 6 - Valeur du coefficient de régression du log M0 pour les populations mâles … 54 Tableau 7 -Valeur de L (constante) = longueur standard moyenne pour toutes les populations (moyenne des LS) ….………………………………………………………………………54 Tableau 8 - taux du coefficient des variations brutes et transformés males et femelles pour les différents biotopes étudiés ……………………………………………………………… 54 Tableau 9 - Différentes expériences mettant en évidence transfert des individus à plusieurs températures ………………………………………………………………………………… 69 Tableau 10 - Taux de survie des individus à partir d’une population initiale comprenant 14 individus …………………………………………………………………………………… 59 Tableau 11 - Différentes expériences montrant le transfert direct des individus à plusieurs concentrations de salinité …………………………………………………………………… 62 Tableau 12 - Taux de survie des individus selon la loi : Ts = (Nombre de poissons survivants au temps T / nombre de poissons mis en charge) X 100 …………………………………… 62 Tableau 13 - Différentes expériences montrant le transfert progressif des individus à plusieurs concentrations …………………………………………………………………… 64 Tableau 14 - Taux de survie des individus selon la loi : Ts = (Nombre de poissons survivants au temps T / nombre de poissons mis en charge) X 100 …………………………………… 64 Tableau 15 - Nombre de larves de moustiques restant à différents temps.. ………………. 67 Tableau 16 - Différentes étapes de l’expérience définissant le régime alimentaire des Gambusia affinis comme étant larvivore …………………………………………………… 68 Tableau 17 - Nombre d’œufs de Lumps restant dans l’aquarium à différents temps …… 71 Tableau 18 - Nombre d’individus (alevins) issus de différentes portées ………………… 75

Introduction

Introduction générale Les Cyprinodontiformes forment un ordre de poissons à nageoires rayonnées. Cet ordre contient beaucoup de poissons d'aquarium très populaires, tels que les killies et les Poeciliidés. Les familles appartenant à l’ordre des Cyprinodontiformes peuvent être divisées en trois groupes: vivipares, ovovivipares (toutes les espèces donnent naissance à des alevins vivants), et ovipares (toutes les espèces pondent des oeufs). Parmi les familles, on note les Poeciliidae, tel que le genre Gambusia (ovovivipare) et la famille des Cyprinodontidae avec le genre Aphanius. Les Gambusies sont de petits poissons de 3-4 cm de longueur, vivant dans les eaux douces et calmes, appelés aussi « Guppy sauvage » par les aquariophiles qui leurs attribuent le statut de « comportement sauvage » vu qu’ils se nourrissent de proies vivantes. Poisson d’agrément, Gambusia affinis sert aussi aux autres poissons carnivores de nourriture frétillante (Fraval, 2002). Le genre Gambusia se nourrit en grande partie de larves de moustiques, plus exactement les Diptères (Culicidae) et par conséquent il peut être employé dans la lutte biologique, permettant la démoustication (Bruslé, 2001). Originaire d’Amérique centrale et de Floride lieux où ce genre est connu sous les noms de mosquitofish ou pezmosquito (Fraile, 1994). Le genre Aphanius est un poisson carnivore se nourrissant notamment de larves de moustiques et fréquentant les eaux douces et saumâtres. On le trouve dans le Nord-Ouest de l'Algérie ainsi qu'en Espagne méridionale et orientale (Rupp, 1996). Cependant ces deux poissons ne se retrouvent pas simultanément dans le même biotope et sont utilisés dans la lutte biologique dans le but de réduire le nombre de moustiques principaux vecteurs de certaines maladies causant un taux de mortalité assez élevé dans le monde, exemple : le paludisme qui touche prés de 36% de la population mondiale, soit 2,3 milliards de personnes (Pant, 1981). L’OMS en 2005 évalue l’incidence à 300-500 millions de cas par an en considérant les pays d’Afrique sub-saharienne qui représentent 90% de cette estimation. La mortalité annuelle pratiquement toujours due à Plasmodium falciparum est de 1,5 à 2,7 millions de morts dont la majorité sont des enfants de moins de 5 ans (Bernier, 2002). L’introduction de ces petits poissons dans différentes zones humides a permis de diminuer la reproduction des moustiques, mais on ignore comment se repartit le genre

Gambusia dans les pays d’Afrique du nord, c’est pour cela que nous avons réalisé lors de ce travail sur des Gambusies plusieurs tests en fonction de la variation de la salinité de l’eau, la variation de la température du milieu (considérés comme étant les paramètres les plus variables d’une région à une autre) ainsi que le régime alimentaire, la reproduction, etc. Le genre Gambusia a été introduit en Algérie en 1921, et a réussi à s’adapter et à subsister durant toutes ces années dans certaines zones humides. On le retrouve dans quelques lacs notamment le lac naturel de Réghaia qui a fait l’objet de quelques travaux de recherches de différents horizons et pour différents buts On retrouve les individus du genre Gambusia dans le bassin anglais au Jardin d’essai d’Elhamma, ou ils ont été introduits depuis 2004. Le présent travail entrepris au laboratoire d’écologie animale « conservation » de la faculté des sciences biologiques a pour but de procéder à une étude écologique, comportementale et morphologique de Gambusia affinis afin de déterminer sa capacité de survie et sa tolérance vis-à-vis de quelques facteurs abiotiques.

Une enquête sur le terrain qui a pour objectif de révéler les populations, signalées en voie d’extinction par l’IUCN notamment : l’espèce A.apodus qui était présente autre fois dans les régions de Batna-Constantine- Ain Mlila.

Données générales

I.1. Statut du genre Gambusia I.1.1. Caractères bio-écologiques (Figures 1 et 2) Braid et Girard (1853) ont déterminé la classification du genre Gambusia selon un point de vu taxonomique comme étant appart Règne Animalia Embranchement : Cordata Sous embranchement: Vertebrata Super classe: Osteichthyes Classe: Actinopterygii Ordre: Cyprinodontiforme Famille: Poeciliidae Sous famille: Poeciliinae Genre: Gambusia Espèce: G. affinis Au début les deux espèces du genre Gambusia : Gambusia holbrooki et Gambusia affinis ont été confondues. (Pyke, 2005). Ainsi, G affinis et une autre espèce synonyme (G .patruelis) ont été décrites en 1853 dans deux régions du Texas selon Baird et Girard 1853. G.holbrooki a été décrite une année après par Agassiz sur la base de spécimens prélevés en Caroline du sud (Pyke, 2005). Par la suite, les trois espèces (G .affinis, G.holbrooki et G. patruelis) ont été considérées comme ne formant qu’une seule avec deux sous espèces : G.affinis affinis et G.affinis holbrooki. En 1979, ces deux espèces ont été classées en semi-espèces ensuite une autre classification a été proposé sur la base de marqueurs génétiques permettant de les distinguer en deux espèces différentes, G holbrooki selon Girard 1859 et G.affinis , (Wooten, 1988). Cette hypothèse a été confirmée par l’observation d’hybridation possible entre les deux espèces mais conduisant à des juvéniles stériles. La stérilité des hybrides est liée aux chromosomes sexuels des femelles, qui chez G.affinis sont hétéromorphes (WZ) alors que chez G.holbrooki, sont homomorphes. La structure de la nageoire anale du mâle (gonopode) permet de différencier morphologiquement G.affinis et G.holbrooki (Llooyd, 1984). En effet, les crochets et les épines se trouvant à l’extrémité de la nageoire anale des mâles présentent des structures différentes entre les deux espèces. Mais ce n’est que récemment, grâce à une étude phylogénique, le genre Gambusia est représenté sur un dendrogramme montrant que sur la

20 base de l’analyse de l’ADN mitochondrial, les deux espèces : G.affinis et G.holbrooki ont été regroupées en une seule espèce : Gambusia affinis (Meyer, 2010).

Figure 1 : Individus du genre Gambusia femelle et mâle: (détails sur les nageoires anales) Croquis des nageoires et croquis des extrémités du gonopode (Beaudouin, 2007).

Figure 2 : Phyllograme du genre Gambusia basé sur l’analyse de séquence de l’ADN mitochondrial (Meyer, 2010).

Le genre Gambusia est un Poeciliidae, cette famille présente 30 genres et 293 espèces. Le genre Gambusia a été introduit par Poey en 1854, en modifiant un mot d’origine cubaine, « Gambusino », qui signifie, « rien ou de peu d’importance », car les poissons de ce groupe étaient considérés comme n’ayant aucune importance. Initialement, ce genre se distribuait principalement du sud des Etats-Unis au nord de l’Amérique du Sud (Beaudouin, 2007). Le genre Gambusia d’après sa taille réduite, possède un corps fusiforme, dont la région thoracique est assez arrondie, la bouche est plus ou moins dirigée vers le haut, dite « bouche super » (lui facilitant donc l’accès et la capture des larves et insectes dérivant à la surface de l’eau) Les nageoires dorsales sont assez reculées et se situent en arrière de la nageoire anale Elles ne possèdent pas de ligne latérale, leur nageoires sont molles (Muus, 1991). La bouche est généralement petite s’ouvrant à l’extrémité d’un museau aplati avec des dents maxillaires, les nageoires dorsales et anales sont opposées l’une à l’autre dans la moitié postérieure du corps, la nageoire caudale est arrondie ou échancrée et ne présente pas de rayon épineux (Bounaceur, 1997). Selon le milieu le genre Gambusia est soit vert argenté, soit marron argenté, et translucide du coté dorsale, tandis que la cavité abdominale laisse apparaitre les viscères. Le corps trapu des femelles du genre Gambusia, est similaire à celui des femelles Guppys avec une tache abdominale quand elle est gravide (pleine) : cette tache marque l’emplacement de l’ovaire par transparence. La couleur jaunâtre de la robe tendant vers le gris au niveau de la région ventrale, peut laisser apparaitre quelques taches noires sur le dos, et les flancs, les nageoires sont incolores. Les mâles étant différents, au corps allongé, et légèrement comprimé, quand à leurs couleurs, elle peut varier du jaune au gris transparent, avec la présence de quelques taches noires (Brusle, 2001). Gambusia affinis est un petit poisson dont la longueur totale du mâle varie entre 3,5 et 3,8 cm, alors que celle des femelles varie entre 6 à 8 cm (Muus, 1991). On peut distinguer les deux sexes à l’œil nu, même si une bande foncée traverse l’œil des deux. La différence de taille est assez frappante, vu qu’à l’âge adulte les femelles sont plus grandes que les males. Il y’a aussi un changement qui se situe au niveau de la nageoire anale, chez les mâles à maturité sexuelle, certain rayon sont allongés et constituent une sorte de languette rigide en forme de gouttière musclée appelée « Gonopode » qui bénéficie d’une grande mobilité, l’orifice uro-génitale quand à lui est situé à la base du gonopode (Bounaceur, 1997).

Cette modification de la nageoire annale est liée à l’allongement et l’épaississement des rayons de celle-ci (Turner, 1941), et prennent une forme de gouttière donc canalisant ainsi le spermatozoïde lors de l’éjaculation. Ces modifications seraient sous contrôle des hormones androgènes produites par les testicules au début de la puberté (Angus, 2005). La taille à maturité des mâles présente une assez grande variabilité entre les individus qui serait due à la compétition sexuelle (Zulian, 1995). Chez G. affinis, il a été décrit en aquarium, que les interactions entre les mâles provoqueraient une inhibition de la puberté des mâles immatures par les mâles matures. Ainsi, comme chez les mâles, la croissance est arrêtée après la puberté. Les mâles immatures seraient contraints de retarder leur maturité sexuelle pour atteindre une taille supérieure à celle des mâles matures avant de finir leur puberté (Campton, 1988). Chez les femelles, la nageoire ventrale est plutôt ronde de forme normale, et en avant de cette nageoire, on distingue pendant la gestation une tache noire plus ou moins étendue, c’est l’ovaire vu par transparence à travers les téguments (Bounaceur, 1997). La longévité chez le genre Gambusia est faible et varie de 6 à 18 mois (Brusle, 2001). Le genre Gambusia est abondant sur les bords des cours d’eau lents ou dans les plans d’eaux stagnantes dans les zones où la végétation aquatique est dense et où la profondeur de l’eau est entre 7 et 15 centimètres et le substrat foncé (Pyke, 2005). Il est généralement décrit un différentiel de mortalité selon le sexe des genres Gambusia. Ainsi, les mâles présenteraient une grande mortalité liée à une plus grande sensibilité aux stress environnementaux (Krumholz, 1984; Cech, 1985). Cependant, la prédation par les oiseaux viserait préférentiellement les femelles (Britton, 1982). Les juvéniles des deux sexes auraient la même vitesse de croissance, la divergence entre les deux sexes se ferait lors de la puberté. Ainsi, la croissance des mâles serait presque nulle après la maturité sexuelle contrairement à celle des femelles (Snelson, 1989). Classiquement, la température de l’eau est le premier facteur affectant la croissance des animaux aquatiques (Wooten, 1988). G.affinis montre une relation linéaire de croissante entre la température de l’eau et la croissance jusqu’à 30° C. Au-dessus de cette température, à 35°C, la croissance ralentirait. (Wurtsbaugh, 1983; Beaudouin, 2007). Gambusia affinis est une espèce ovovivipare, la fécondation est interne et associée à une gestation intra-folliculaire au sein de l’ovaire (Constanz, 1989). Le genre Gambusia est généralement considéré comme lécithotrophe, c'est-à-dire que la nutrition des embryons est limitée aux réserves de vitellus placées dans l’ovocyte avant la fécondation, parce qu’elle

23 produit des œufs très riches en vitellus (Haynes, 1995). Les femelles sont capables de stocker le sperme des mâles dans l’ovaire, et donc peuvent produire plusieurs portées même si elles sont isolées (Constanz, 1989). Sous les latitudes tempérées, les poissons téléostéens ont un cycle reproducteur annuel contrôlé par les facteurs environnementaux comme la température et la photopériode (Constanz, 1989). G.affinis, montre des périodes reproductrices dans l’année en se basant sur l’état de développement de l’ovaire (Koya, 1998). La première période est une période de réinstallation (février à avril). Cette période se caractérise par la présence de comportement de copulation chez les poissons mais sans reprise du cycle ovarien (Beaudouin, 2007). La seconde période est caractérisée par la reprise du cycle ovarien (durant le mois de mai). Chez les femelles la reprise du cycle ovarien se déclenche quand la photopériode est supérieure à 12h30 de jour et lorsque la température de l’eau est supérieure à 14°C (réalisation de l’ovogénèse) et se poursuit par l’embryogénèse quand la température est supérieure à 18°C (Koya, 1998). Chez les mâles pour la spermatogénèse, il a été montré qu’une reprise de la spermatogénèse pour une température de 18°C et une photopériode de 16h de jour, alors qu’une photopériode de 8h de jour ne permet pas la reprise de la spermatogénèse (Fraile, 1994). Cependant, la spermatogenèse ne s’arrêterait jamais complètement mais resterait bloquée à un stade intermédiaire et la production de spermatozoïdes n’aurait lieu que lorsque les conditions redeviendraient favorables (Fraile, 1994; Koya, 2004). La troisième période est le temps de la reproduction (de mai à août) où les femelles réalisent plusieurs cycles reproducteurs complets. Une fois la maturité atteinte, les femelles peuvent avoir jusqu’à neuf portées durant leur vie, et en moyenne deux à trois par saison de reproduction (Milton, 1983; Constanz, 1989). La durée du cycle ovarien (intervalle inter-parturitions) est décrite variant de 21 à 28 jours (Milton, 1983). Classiquement, chez les Poeciliidae, la taille des femelles et le nombre d’alevins d’une portée sont corrélés positivement (Thibault, 1978). Quand les alevins naissent ils sont complètements développés et ont une taille moyenne d’environ 7mm (Meffe, 1990; Weeks, 1997). Cependant, la taille à la naissance des alevins est liée au nombre d’alevins de la portée dont ils sont issus (Meffe, 1990). Enfin le sex-ratio est équilibré à la naissance (Geiser, 1924).

La puberté est le processus par lequel un poisson acquiert la capacité à se reproduire pour la première fois (passage du stade juvénile au stade adulte). Il est classiquement décrit que les mâles atteignent leur maturité sexuelle avant les femelles (Constanz, 1989). Les femelles sont matures 64 jours après leur naissance à 25°C et à 28 jours à 32°C (Meffe, 1992). La présence d’une tâche noire sur leur abdomen est un signe de leur maturité sexuelle (Beaudouin, 2007). Chez les mâles il a été décrit qu’avant leur maturité sexuelle ceux ci présentent déjà des comportements d’accouplement avec les femelles (Bisazza, 1995). Les mâles subissent des modifications morphologiques importantes lors de la puberté et cessent quasiment leur croissance (Constanz, 1989). I.1.2. Distribution géographique (Figure 3) En 1900, la Commission Américaine de Recherche sur la Fièvre Jaune établit le rôle joué par le Stegomya dans sa transmission. On s'avisa, à la même époque, dans certaines îles des Antilles anglaises indemnes de fièvre jaune, en particulier à la Barbade, ou les habitants, pour tuer les larves qui grouillaient dans les collections d'eau domestiques : citernes, bassins, etc..., y mettaient des petits poissons de la famille des Poeciliidae. On remarqua que la Barbade était relativement indemne de moustiques en comparaison avec d'autres iles voisines où l'élevage des poissons n'était pas mis en place. C'est ainsi que fut découvert un procédé de lutte contre la fièvre jaune qui rencontra un succès rapide. La valeur de la méthode, pour la lutte contre le paludisme, apparut par hasard en 1902 à l'occasion d'une campagne de lutte contre la fièvre jaune entreprise à la Havane et dont le succès vis-à-vis de cette dernière maladie fut éclatant. En dépouillant les statistiques médicales, le paludisme, considéré comme sans grande importance à la Havane, se trouvait réduit considérablement du fait de la lutte anti moustiques. Le nombre de décès attribués au paludisme passa de 151 en 1901 à 33 en 1903.Les mesures sanitaires qui furent alors mises en œuvre à l'entreprise du Canal de Panama, en dirigeant l'action de façon plus précise contre les larves d'Anophèles en même temps que contre les larves de Stegomya, apportèrent la démonstration de l'efficacité de la prophylaxie anti larvaire du paludisme. C’est donc en Amérique que la prophylaxie du paludisme par les poissons fut lancée en 1901. Elle n'entra réellement dans le domaine de la pratique qu'en 1908, grâce à la réalisation d'élevages systématiques de poissons larvivores. Assez rapidement d'ailleurs, ces élevages se limitèrent au seul genre de Gambusia qui démontra sa supériorité sur les autres poissons. Il fut utilisé dans les régions les plus variées : en Illinois, en Géorgie, en Californie, aux Antilles, au Mexique, en Equateur, au Nicaragua, à Panama, au Venezuela, au Pérou, etc...Il semble bien qu'en dehors de l'Amérique, le Dr. J. Legendre en 1907 fut l’un des premiers à préconiser à

Madagascar de l'utilisation de poissons larvivores. Il étudia à ce point de vue diverses espèces locales. Finalement, le genre Gambusia fut introduit en 1929 et systématiquement répandu par la suite. En Extrême-Orient, l'intérêt des poissons larvivores fut étudié en Inde à partir de 1900, dans ce pays et aux Indes Néerlandaises, ou utilisa surtout des espèces locales alors que dans d'autres régions comme le Siam, les Philippines ou la Chine, on importa purement et simplement des individus du genre Gambusia fournis par les soins des organisations sanitaires américaines. C’est ce qui se passa aussi en Europe où le genre Gambusia fut introduit pour la première fois en Espagne en1921, en France [Corse 1924], en Italie, puis dans toute l'Europe méridionale et en Algérie (Lemasson, 1957). En Algérie en 1921 suite à l’échec de plusieurs opérations par assèchement des marais contaminés, ou utilisation de pesticides, pour lutter contre le paludisme qui a progressé de manière considérable. L’introduction du genre Gambusia fut une réussite car il fut introduit pour la première fois dans le bassin de Khemiss prés de Souk Ahras. Et ce n’est qu’en 1969 que le programme de l’OMS a été appliqué pour différentes introductions notamment à Annaba (lac Obéira, lac des Oiseaux, dans la wilaya de Eltaraf) (Touchi et Korichi, 2007). Le genre Gambusia a une répartition géographique assez large dans le bassin méditerranéen et la mer Noire, où il est utilisé comme agent de lutte biologique, contre les larves d’Anophèles.

Le genre Gambusia est réparti dans 80% des marais et étangs d’Algérie entre autres : - Dans le lac de Réghaia - Dans les eaux douces du Tassili et Hoggar - Dans les foggaras d’Adrar et de Timimoun - Dans les zones humides de la wilaya de Ghardaïa - Dans les zones humides de la wilaya de Ouargla, - Dans les eaux douces de Zelfana - Dans la Daïra d’Elmenia d’après le CNDPA, 2004 (Touchi et Korichi, 2007). Le genre Gambusia peut être réintroduit dans de nombreuses zones humides en Algérie, vu sa position géographique, sa configuration physique et la diversité de son climat. Environs 254 zones humides naturelles, parmi elles une soixantaine d’importance internationale sont inscrites sur la liste de la convention de Ramsar (Touchi et Korichi, 2007).

Figure 3 : Répartition du genre Gambusia à travers l’Algérie (carte modifiée d’après données bibliographiques)

I.2. Statut du genre Aphanius I.2.1. Caractères bio-écologiques Le genre Aphanius appartient au Règne de Animalia il est considéré comme appartenant a l’Embranchement Chordata issu de la Classe Actinopterygii et de la Sous- classe Neopterygii, il possède également une Infra-classe : les Teleostei du Super-ordre Acanthopterygii et de l’ordre des Cyprinodontiformes, il appartient au Sous-ordre Cyprinodontoidei et a la Famille Cyprinodontidae (http://www.killi.co.uk/). Son espérance de vie est d’environ 2 ans c’est un poisson paisible, sans exigence particulière dont la taille moyenne est de 5.0 cm, ce genre est protégé selon la Convention de Bern (Wildekamp, 1999). I.2.2. Distribution géographique (Figures 4 et 5) Le Genre Aphanius est actuellement composé d'environs 16 espèces, ce genre est distribué en grande partie sur les zones côtières des pays donnant sur le bassin méditerranéen et du golfe Persique jusqu'à l'Iran et le Pakistan. La plus grande diversité des espèces est considérée comme étant au Proche-Orient et en Iran (Hrbek, 2003). (Le genre Aphanius dans le monde : annexe I) La diversité est plus faible dans les régions occidentales. En Algérie seulement quelques espèces sont présentes dont :  Aphanius apodus selon Gervais en 1985  Aphanius iberus selon Valenciennes en 1846  Aphanius fasciatus selon Valenciennes, 1821  Aphanius saourensis (Blanco, 2006).

La péninsule ibérique

Méditerranée

Atlas tellien Sebkha d’Oran

El Kreider Oued el Touil Chott et Chergui

La Saoura

Désert Saharien

Figure 4 : Distribution du genre Aphanius dans le bassin méditerranéen (Blanco, 2006)

Figure 5 : Distribution du genre Aphanius à travers (carte modifiée d’après données bibliographiques)

- Aphanius fasciatus (Figure 6) Cette espèce est bien répartie autour des zones centrales et occidentales de la côte méditerranéenne et a été localisée en France, Italie, Slovénie, Croatie, Bosnie-Herzégovine, Monténégro, Albanie, Grèce, Turquie, Syrie, Liban, Palestine, Egypte, Libye, Tunisie, et autour des îles de la Sardaigne, la Corse, la Sicile et Malte. Il ya aussi une poignée de populations intérieures d'eau douce et plus particulièrement dans le lac Bafa (Turquie), (bien que cela devient progressivement une solution saline) et quelques oasis du nord-ouest de l'Afrique notamment en Algérie ainsi que l'oasis égyptienne de Siwa.

Les poissons présentent des variations notables dans la coloration et la structuration selon la localité (Wildekamp, 1999; Hrbek, 2003; Leonardos, 2008; Campo, 2008). On retrouve Aphanius fasciatus dans les eaux côtières peu profondes comme les lagunes, marais salants et de premier ordre les ruisseaux dans les régions où la végétation est submergée ou les algues filamenteuses se développent abondamment. Le genre Aphanius est hautement adaptable et tolère une large gamme de salinités. Par exemple près de la ville d'El Agheila en Libye il habite des sources chaudes contenant des niveaux élevés de sulfate de calcium et d'hydrogène sulfuré la rendant inhospitalière pour les autres espèces de poissons. La longueur maximale d’Aphanius fasciatus varie entre 2,2 cm à 5,5 cm pour les mâles ainsi que les femelles. Ces poissons sont actifs sur une large plage de température de 2 à 30 ° C, mais dans tous les climats froids, ils subissent une période «d'hiver» de plusieurs mois au cours de laquelle ils sont maintenus à basse température ce qui engendre une fécondité plus réduite et une durée de vie raccourcie. C’est une espèce essentiellement microprédateurs qui se nourrit de petits crustacés aquatiques, les vers, larves d'insectes et autres espèces de zooplancton, bien que les végétaux et les algues sont également consommées à des moments. Ils se nourrissent également de Daphnia ou ver de vase (http://www.fishbase.org; http://www.aquabase.org). Il existe un dimorphisme sexuel visible par des bandes plus marquées chez les mâles, ils ont une série de 8 à 15 barres verticales bleu / gris sur les flancs. La nageoire anale contient généralement des stries sombres et la dorsale des marques a la base, les nageoires sont généralement de couleur jaune / vert, en fonction de la population. Le nombre et la largeur des barres verticales chez les mâles peuvent varier. Les femelles sont plus simple bien que possédant une série de barres verticales brunes sur le corps avec quelques sombres saignements irréguliers au-dessus de la ligne latérale (Wildekamp, 1999; Hrbek, 2003; Leonardos, 2008; Campo, 2008). Bien qu’Aphanius fasciatus ne montre que certaines particularités en apparence selon la localité, on pense que les événements de migration périodique ont limité le développement de la diversité génétique au sein de l'espèce dans une certaine mesure. La seule exception a été trouvée pour les poissons du lac Bafa; cette population est considérée comme ayant divergé des autres autour de 4 millions d'années et est maintenant isolée de la mer Méditerranée par une chaîne de montagnes qui empêche l'écoulement génétique (Wildekamp, 1999; Hrbek, 2003; Leonardos, 2008; Campo, 2008).

- Aphanius Apodus (Figure 7) C’est une espèce du Nord-ouest de l'Algérie, suite à sa rareté elle est considérée comme éteinte à l'état sauvage. Retrouvée aussi autrefois à Ain Mlila et à Batna (http://www.fishbase.org; http://www.aquabase.org). La longueur maximale est de 5,0 cm, c’est un poisson non-migrateurs d’eau douce (Huber, 1996). Il s’adapte à des températures variant entre 18 ° C et 28 ° C (Baensch, 1991). On le retrouve en Afrique ou il est endémique des puits et des ruisseaux dans les montagnes de l'Atlas entre Batna et Constantine (Algérie) (Huber, 1996), ce n’est pas un killifish saisonniers, il est difficile à maintenir dans un aquarium (Huber, 1996). - Aphanius iberus (Figure 8) Ses descripteurs sont : Cuvier et Valenciennes en 1846, c'est un minuscule poisson dont la taille peut atteindre 5.0 cm (5 cm de long pour les femelles, un peu moins pour les mâles), il est originaire d’Espagne, du Maroc et de l’Algérie, il présente un dimorphisme sexuel ; le mâle est bleu vert, les nageoires dorsale et l'anale sont foncées avec des points clairs, la nageoire caudale est bleu foncé avec des motifs clairs. La femelle est vert olive ou bleu vert, ses nageoires sont incolores. Cette espèce est protégée selon la Convention de Bern, et tolère une température variant entre 10 et 30°C, sachant que 30 °C est idéal pour la reproduction. A.iberus fréquente les eaux douces et saumâtres avec une végétation abondante et se nourrit de petits invertébrés, son espérance de vie atteints 2 ans, il se comporte tel un poisson paisible, sans exigence particulière, par contre concernant la reproduction la parade nuptiale est très violente et la ponte se déroule dans les plantes. Les parents Aphanius iberus dévorent souvent les œufs, ces derniers éclosent au bout d'une semaine. Aphanius iberus est une espèce endémique de la péninsule ibérique qui est maintenant limitée à quelques populations le long de la côte est espagnole et au bassin méditerranéen en Algérie et plus précisément à Tindouf (Ruiz-Navarro, 2007). En élevage, des Hybrides peuvent être obtenus entre A. iberus et A. fasciatus, mais les deux espèces ne coexistent jamais dans la nature (http://www.fishbase.org; http://www.aquabase.org) (Ruiz-Navarro, 2007).

Figure.6 : Aphanius fasciatus ( http://www.soesic.org/)

Figure 7 : Aphanius apodus ( http://www.soesic.org/)

Figure 8 : Aphanius iberus (http://www.soesic.org/) - Aphanius saourensis (Figures : 9, 10 et 11) Sa taille varie entre 3,2 à 3,4 cm de longueur. Cette espèce vient de la vallée de la Saoura dans le nord-ouest de l’Algérie, c’est l’une des dernières espèces du genre Aphanius découverte en Algérie, en plus de Aphanius apodus et Aphanius iberus. Cette espèce est décrite selon des critères morphologiques et des caractères génétiques. Elle diffère de Aphanius iberus par une combinaison de plusieurs caractères, dont: o Ramification des rayons dans la nageoire dorsale o Un pré orbital plus long o Un pédoncule caudal étroit o Les mâles ont une pigmentation qui tend vers le bleu marbré et l’argenté

33 o Les femelles ont un manque flagrant de taches noires o D’un point de vu génétique, A.saourensis diffère de A.iberus par la position du 26ème nucléotide dans le gène cytochrome « b » (Blanco, 2006). o Un clair dimorphisme sexuel dans la pigmentation, les femelles semblent également avoir une taille du corps supérieure que celle des mâles (Blanco, 2006).

Figure 9 : Aphanius iberus mâle : différence moléculaire entre A. saourensis, A. iberus et A. baeticus (Blanco, 2006).

Figure 10 : Aphanius saourensis mâle (Blanco, 2006)

Figure 11 : Aphanius saourensis femelle (Blanco, 2006)

Matériels et méthodes

II.1. Zones d’exploitations pour le genre Gambusia II.1.1. Le lac de Réghaia (Figures : 12,13 et 14) Il est situé dans la Wilaya d’Alger Daïra de Rouïba communes de Heuraoua et de Réghaia. La partie Ouest et Sud du lac relève de la commune de Heuraoua dont le chef-lieu et ses agglomérations font limite avec la zone humide de Réghaia qui se situe à 30km à l’Est du centre de la ville d’Alger et à 14 Km de celle de Boumerdes (Zouakh, 2007). Les coordonnées géographiques sont: 3°19 et 3° 21 Est 36°45 et 36°48 Nord et l’Altitude est de 4 à 35 mètres. Le lac de Réghaia a une superficie de 842 hectares. Il correspond à l’estuaire de l’Oued Réghaia dont l’embouchure est barrée par un cordon dunaire, a quelques 600 mètres en amont, une digue artificielle retient les eaux permanentes du site composée de marécages à base de roseaux. Le marais côtier de Réghaia, considéré depuis longtemps comme un site d’importance international, dernier vestige de l’ancienne Mitidja, est actuellement l’unique zone humide de la région biogéographique de l’Algérois. Il fait face directement à la mer Méditerranée, permettant ainsi de jouer un rôle d’étape qualitative majeure pour les oiseaux migrateurs après la traversée de la Méditerranée et celle du Sahara. Son intérêt est donc souligné par son isolement géographique et sa position à mi-chemin entre les voies migratoires classiques de Gibraltar et du détroit Sicilo-Tunisien. C’est également la seule zone humide ayant échappé aux opérations d’assèchement qui durant l’époque coloniale ont fait disparaître les lacs de la plaine de la Mitidja (http://www.wetlands.org/reports/ris/1DZ025fr.pdf). En juin 2003, la zone humide du lac de Réghaia a été classée sur la liste RAMSAR des zones humides d’importance internationale. Le lac reçoit des rejets divers (industriels, urbains, et agricoles) par le biais de l’Oued Réghaia et l’Oued El Biar, les rejets sont déversés sans traitement au préalable d’où cette pollution de la qualité des eaux en constante augmentation (Zouakh, 2007).

Figure 12 : Vu satellite du lac de Réghaia (http://earth.google.com).

Figure 13 : Schéma du lac de Réghaia (Zouakh, 2007)

Figure 14 : Le lac de Réghaia (Originale, 2009) Concernant les eaux du lac, leurs valeurs de température reflètent les caractéristiques physicochimiques des eaux douces avec une valeur maximale de (29°C) au prélèvement de mois d'août et la valeur minimale (14°C) est observée au prélèvement du mois de mars. Les teneurs en oxygène montrent une situation marquée par les eaux beaucoup moins oxygénées en période estivale et printanière qu'en fin d'hiver (Rouibah, 2005).

II.1.2. Le bassin anglais du jardin d’essai d’Elhamma (Figures 15 et 16) Le bassin anglais a été créé dès 1832, mais les aménagements actuels ont été dessinés, en 1929, par l'architecte français Régnier (Carra, 1952). Sa situation topographique lui confère un climat exceptionnel et unique en Afrique du Nord. Situé au fond de la baie d’Alger, dans sa partie Sud, le jardin d'essai étend ses 62 hectares en amphithéâtre (Carra, 1952). Le jardin d’essai d’Elhamma a été créé afin d’introduire des espèces animales ou végétales en Algérie. Il existe deux pôles importants : le jardin français, à l’ouest du jardin, dont la perspective ouvre sur la baie d’Alger et le jardin anglais avec ses 2 bassins, au sud-est. Le reste de la superficie est occupé par les serres d’exposition (Galibert, 1844). Le bassin anglais fut aménagé en 2008 et a ce moment la fut introduite la carpe japonaise ainsi que la Gambusie affinis (Carra, 1952).

Figure 15 : Le bassin anglais au niveau du jardin d’Essai d’Elhamma (Carra, 1952).

Figure 16 : Rénovation du bassin anglais du jardin d’Essai d’Elhamma (Carra, 1952).

II.1.3. Zone humide d’Adrar et de Timimoun Le climat des zones sahariennes est continental désertique et se caractérise par de faibles températures hivernales, des températures estivales élevées, des vents de sable violents et une faible humidité atmosphérique. La pluviométrie varie de 0 à 150 mm durant la période hivernale. Les précipitations sont souvent localisées dans la partie nord du sahara sous forme d’orages. Le gel est fréquent du mois de Décembre au mois de Février ; les températures minimales atteignent -8°C. Les températures maximales enregistrées sont de 45°C à partir du mois de Juillet (Djennane, 1990).

II.2. Récolte des échantillons a. Le genre Aphanius Méthode : Sur la base d’une enquête pour confirmer le statut de l’espèce Aphanius apodus en Algérie, vu que l’IUCN l’a classé comme étant sur la liste rouge menacée d’extinction, plusieurs personnes sont sollicitées pour la récolte d’informations sur la présence du genre Aphanius en Algérie en particulier dans la région de Batna. b. Le genre Gambusia (Figure 17) Méthode : Pour le genre Gambusia 4 stations ont été explorées, elles correspondent à différents stades de biotopes, à savoir : 1- Le lac de Réghaia : représente un milieu aquatique très pollué vu le nombre de déchets déversés. (Figure 18) 2- Le jardin d’essai d’Elhamma : représente un environnement sain, et une eau entretenue. 3- La région d’Adrar et la région de Timimoun : sont des zones sahariennes, dont les conditions sont extrêmes de température et de taux élevés de salinité.

Figure 17 : Zones d’échantillonnages du genre Gambusia en Algérie (carte modifiée d’après données bibliographiques)

Figure18 : La pollution en amont du lac de Réghaia (Originale, 2009)

II.2.1. Technique de pêche (Figures 19, 20 et 21) Matériels utilisés Une grande épuisette pour pêcher les poissons. Méthode Attendre le passage de Gambusia affinis et récolter les individus à l’aide de l’épuisette

Figure 19: Pêche à l’épuisette au niveau du lac de Réghaia (en aval du lac) (Originale, 2009)

Figure 20 : Pêche à l’épuisette au niveau du bassin anglais d’Elhamma (Originale, 2009).

Figure 21 : Pêche à l’épuisette au niveau du bassin anglais d’Elhamma (Originale, 2009) II.3. Travaux au laboratoire II.3.1. Détermination du sexe (Figure 22, 23, 24 et 25) La détermination du sexe des individus adultes se fait grâce au dimorphisme sexuel. D’après la taille de Gambusia affinis : Les femelles sont de taille nettement plus importante que celle des mâles. La nageoire anale chez les mâles à maturité sexuelle se métamorphose en "Gonopode" organe sexuel. Une tâche noire apparait chez les femelles du coté ventral, qui se dilate lors d’une portée, cette tache est appelée : « tache de gravidité ». a. La femelle

Figure 22 : Individu du genre Gambusia femelle (Touchi et Korichi, 2007)

Figure 23 : Individu femelle du genre Gambusia (Originale, 2010) b. Le mâle

-A- -B-

Figure 24: Individu mâle du genre Gambusia (Touchi et Korichi, 2007)

Figure 25: Individu du genre Gambusia mâle (Originale, 2010)

II.3.2. Identification des variables (Figures: 26 et 27) Matériels utilisés - Un pied à coulisse ainsi que des feuilles millimétrées permettant de prendre les mesures. - Une loupe, qui améliore la visibilité (vu la taille réduite des individus du genre Gambusia) - Du papier qui permet de prendre note des mesures enregistrées - 4 échantillons d’individus (Gambusia affinis): - Un nombre de 16 individus pêché au lac de Réghaia (Alger) - Un nombre de 25 individus pêche au bassin anglais du jardin d’Elhamma (Alger) - Un échantillon de 12 individus conservé au laboratoire dans du formaldéhyde issu d’une zone humide à (Timimoun) - Un échantillon de 22 individus conservés au laboratoire dans du formaldéhyde issu d’une zone humide à (Adrar)

Figure 26 : Méthode d’étude et identification des variables (Originale, 2010)

Figure 27 : Matériels utilisés pour l’identification des variables : pied à coulisse, loupe (Originale, 2010) Méthodes (Figure 28) C’est la caractérisation expérimentale des traits biologiques chez Gambusia affinis.

Figure 28 : Identification des variables chez les individus Gambusia affinis femelle et mâle (Originale, 2010)

Tableau 1 - Identification des variables utilisées Numéros Variables Codes 1 Longueur post orbitale Lpo 2 Longueur de la tête. Lt 3 Distance pré dorsal. Lprd 4 Distance pré ventral. Lprv 5 Distance pré anal Lpra 6 Longueur standard Ls 7 Longueur totale. LT 8 Hauteur maximale du corps Hmax 9 Distance post anale Lpa 10 Hauteur de nageoire caudale Hnc 11 Distance entre la nageoire anale et ventrale Lnn 12 Longueur de la nageoire caudale. Lnc 13 Diamètre horizontal de l’œil Doe

II.3.3. Le sex-ratio pour les 4 stations Méthodes Le sex-ratio = nombre de mâles de la population A/nombre de femelles de la population A II.3.4. Analyse statistique Univarié - Mensurations et longueur du corps (LT) La longueur standard des poissons a été mesurée de la pointe de la bouche à la base de la nageoire caudale, ce qui est désigné communément par : la taille du poisson. Sur les individus morts : la taille a été directement mesurée sur du papier millimétré (en millimètre) ou grâce à un pied à coulisse. Les lots de poissons utilisés pour cette étude sont issus des 4 stations différentes dont: Des poissons conservés dans du formol provenant du lac d’Adrar, de Timimoun, des poissons péchés au niveau du lac de Réghaia ainsi que du bassin d’Elhamma.

II.3.5. Analyse statistique multivariée II.3.5.1. Analyse en composantes principales (ACP) Matériels utilisés - Logiciel « Statistica 6 » - Les résultats des études morphologiques concernant les individus issus des 4 stations Méthodes Le problème que se propose de résoudre l`analyse en composantes principales est de déterminer un système d'axes de référence hiérarchisé tel qu'en diminuant le nombre de

47 dimensions de l'espace dans lequel sont projetés les points d’observations, la perte d'information soit minimale. Elle permet d'établir un diagramme de dispersion dans lequel apparaissent à la fois, chacune des variables considérées et chacun des objets observés. Si l'on étudie un échantillon de (n) individus caractérisé chacun par un nombre de variables (p), il est possible de représenter cet échantillon par un nuage de (n) points dans un espace à (p) dimensions; la proximité des points traduit la ressemblance des individus. Le nuage de points s'allonge suivant certaines directions privilégiées, l'ACP permet de mettre en évidence ces axes, ainsi que leur ordre d'importance. Chaque point-variable se place au sein du groupe de point-individu qu'il caractérise le plus. Le Logiciel « Statistica 6 » facilite les calculs et l’on aboutit facilement au nuage de point II.3.5.2. Classification ascendante hiérarchique Méthodes La technique utilisée est la classification ascendante hiérarchique (CAH) qui est une opération de l'analyse multidimensionnelle dont l'objectif est de composer une collection d'objets ou de descripteurs, puis de regrouper successivement les objets initiaux en classes, en réalisant une agglomération des individus. Une matrice de distance est établie pour construire un arbre hiérarchique ou dendrogramme permettant de visualiser les affinités entre les groupes formés. Il s'agit généralement de relations de hiérarchie ; les résultats sont représentés schématiquement dans un espace à deux dimensions. Pour déterminer des niveaux de similitude entre des couples d'observation (X1, X2), c'est la distance Euclidienne qui est la plus couramment utilisée.

Concernant les femelles : (toutes stations) Tableau 2 - Les moyennes des variables morphométriques femelles : Femelle Lpo Lt Lprd Lprv Lpra Ls LT Hmax Lpa Hnc Lnn Lnc Doe

Adrar 1,94 5,76 16,57 10,77 14,48 27,47 32,69 6,76 9,85 4,01 2,19 5,2 1,66 Timimoun 1,89 6,01 16,79 10,24 14,61 26,69 32,74 7,63 8,34 4,16 0,66 6,06 2,1 L-Reghaia 1,84 5,72 15,1 9,96 13,74 24,96 30,72 6,9 6,42 3,86 1,78 5,76 1,94 Elhamma 1,29 4,11 12,1 8,49 12,23 20,53 24,43 5,15 5,83 2,79 1,83 3,9 2,96 Concernant les Mâles : (toutes stations) Tableau 3 - Les moyennes des variables morphométriques mâles : Mâle Lpo Lt Lprd Lprv Ls LT Hmax Hnc Lnc Doe Lpo Adrar 1,69 4,87 13,76 10,55 23,63 29,26 8,27 3,63 5,24 1,5 1,69 Timimoun 1,26 4,84 12,18 8,36 22,6 27,7 5,78 3,38 5,8 1,58 1,26

L-Reghaia 1,46 4,79 12,8 9,56 22,66 27,65 5,55 3,38 4,99 1,4 1,46 Elhamma 1,12 3,69 11,38 8,1 19,67 23,07 4,66 2,69 3,41 1,09 1,12

II.3.6. Calcul du coefficient de variation Matériels utilisés - Logiciel d’étude statistique « Past » pour le calcul de l’erreur quadratique moyenne - Les matrices des tableaux transformés (en annexe IV) Les mensurations (matrice de données brutes) (en annexe II) Méthodes En premier lieu, il faut transformer le tableau des données brutes en tableau de données transformées selon la relation : Mt= M0 (L/L0) b (Karakousis, 1991) Sachant que : Mt = variable transformé M0 = variable non transformé L (constante) = longueur standard moyenne pour toutes les populations (moyenne des LS) L0= longueur standard de l’individu = LS *b = coefficient de régression du log M0 (annexe III) On calcule b => selon la loi de la régression, b étant symbolisé par la pente dans cet exemple. Log M0 = b Log Ls + a Y = b x + a Ensuite on procède au calcul de C.V.p à partir du calcul de la variance et de la moyenne au carré puis on applique la relation suivante : (annexe V)

C .V.P : coefficient de variation en pourcentage

∑Sj2 = la somme de la variance

∑ Xj2 = moyenne au carré II.3.7. Caryologie (Figure 29) Matériels utilisés  Matériel biologique : des Individus issus du jardin d’essai d’Elhamma.  La verrerie : pipettes Pasteur, lame et lamelle, tube a essai, boite de pétri.  Appareil : Centrifugeuse, vortex, incubateur, microscope photonique

 Réactifs : Des antibiotiques (fungizone) Du PBS- 0.05% de trypsine Un milieu RPMI 1640 Du sérum de veau fœtal « SVF » Une solution de thymidine Une solution de BSS+ Une solution de colchicine Une solution Hypotonique de KCl Un fixateur en solution Une solution : 3:1 méthanol:acide acétique (solution Carnoy) Une solution de coloration de Giemsa 6% Préparation des solutions : (voir annexe VI)  Expérience réalisée au sein du laboratoire de cytogénétique « Zerouala-Ziata » Méthodes -On laisse l’animal (Gambusia affinis) dans une solution contenant 50 μl d’antibiotiques pour désinfection -On prépare nos solutions à partir des réactifs, avec les concentrations adéquates. - On procède à la dissection du poisson stérilement sous la hotte en enlevant la tète et les nageoires. - On dilacère les petits fragments que l’on a obtenus du corps du poisson et on les met dans des fioles contenant 10 ml de PBS- 0.05% de trypsine et on les laisse agiter pendant 15 min pour dissocier les cellules en utilisant un barreau aimanté. - On laisse les mélanges décanter pendant 2 à 3 minutes, pour transférer par la suite le surnageant dans un tube contenant 2 ml de milieu RPMI 1640 avec 10% SVF. - On soumet cette solution à une centrifugation à 1500 rpm pendant 10 min, et on obtient différents culots que l’on sépare dans 6 ml de milieu de culture RPMI 1640 avec 10% SVF. - On réparti ces culots dans des boîtes de culture, contenant 3 ml de milieu de culture RPMI 1640 avec 10% de SVF et un supplément de 50 μl d’antibiotiques afin d’éviter tout risque de contamination. - On les laisse incuber à 37°C pendant 96 h. - On constate après 96h un amas blanchâtre au fond des boites, ce qui se traduit par l’adhésion des cellules vivantes au fond des boîtes de culture - On procède à un lavage avec du milieu RPMI sans SVF pour éliminer les cellules mortes flottantes ainsi que les débris cellulaires.

- On laisse les cellules en culture pendant quelques heures dans un milieu RPMI - On ajoute 700 μl d’une solution de thymidine au milieu de culture.qui a pour but de bloquer les cellules dans leur cycle cellulaire. - On élimine 20h après le milieu de culture contenant la thymidine. Avec une solution de BSS+ on répète cette étape 3 fois. - On obtient des cellules que l’on incube par la suite à 41°C dans 7 ml de milieu RPMI 1640 avec 10% SVF durant 3h. - On lave avec une quantité de 4 ml de PBS- les cellules en éliminant donc le milieu de culture présent dans les boîtes. - On ajoute juste après 5 ml de trypsine (concentration de 1%), et on laisser les cellules incuber pendant 45 min à 38°C. - On récupère les cellules dans un tube auquel on ajoute 30 μl de colchicine. - On soumet le tout à une centrifugation pendant 10 min à 1500 rpm, - On élimine le surnageant en aspirant avec une pipette pasteur. - On remet le culot dans une suspension de 4 ml de solution hypotonique KCl . - On procède a une centrifugation du tube à 1200 rpm pendant 5 min, le culot est repris dans 6 ml de solution : 3:1 méthanol: acide acétique (solution Carnoy) (fixateur) goutte par goutte, et mis au frais à 4°C pendant 15 min puis on fait une centrifugation du tube à 1200 rpm pendant 5 min, on remarque un culot contenant un amas blanc. - On diminue la quantité du fixateur jusqu'à n’en garder que 1 ml de surnageant avec le culot. - On remet nos tubes au frais à 4°C pendant 24h. - On dépose sur une lames la suspension cellulaire (sortie du frigo depuis 20 minutes) (préalablement lavée, stérile et refroidie à 4°C) en laissant tomber, d’une hauteur de quelques centimètres. L’excès d’eau, autour de la goutte déposée, est tamponné et les préparations sont laissées sécher à l’air libre pendant 24 heures. - On incube la lame dans une solution de coloration de Giemsa 6% pendant 20minutes à température ambiante. - On rince délicatement la lame sous l’eau courante. - On laisser sécher à l’air libre 15 min. - On observe la lame à la recherche des métaphases colorées au microscope photonique en lumière blanche (Grossissement ×10 et ×100).

II.3.8. Etudes du facteur de sélection II.3.8.1. Etude de la sélection par rapport à la température Matériels - plusieurs petits aquariums (24litres maximum) sont mis à disposition pour le bon déroulement de ces expériences, chacun d’entre eux est muni d’un filtre moteur (ou pompe à oxygène) - Une Ph mètre - Une fiole permettant de mesurer le volume d’eau - Un grand aquarium en verre pouvant contenir 60 litres d’eau - des thermostats qui règlent la température - des thermomètres - Une petite épuisette permettant d’isoler les individus dans les différents aquariums Méthodes Plusieurs lots comprenant 14 individus sont mis à différentes températures dans plusieurs aquariums simultanément, et le résultat est observé tout les deux jours. Les températures varient de 11°c jusqu'à 44°c grâce à un thermostat permettant le réglage et un thermomètre pour la vérification. Les paramètres Physico-chimiques des aquariums a- Le Ph = [ 7,02 Ŕ 7,04] b- Conductivité = [5mili volt Ŕ 6 milli volt] -) Les paramètres biologiques suivis sont : Ts (taux de survie) Ts = (Nombre de poissons survivants au temps T / nombre de poissons mis en charge) X 100 -) Le taux de survie relatif : Tr Tr = (taux de survie au facteur de selection X gr/l /le taux de survie au facteur 0 gr/l) X 100 (Snelson F.F.Jr, 1989). La première série d’expériences à débuté le 09/12/2009, elle comprend 3 concentrations salines différentes : 5gr/l, 9gr/l , 13gr/l , cette expérience se déroule sur une durée de 20 jours. II.3.8.2. Etude de la sélection par rapport à la salinité Matériels utilisés (voir annexe VII) - plusieurs petits aquariums (24litres maximum) sont mis à disposition pour le bon déroulement de ces expériences, chacun d’entre eux est muni d’un filtre moteur (ou pompe à oxygène) - Une balance utile pour le dosage de la salinité - Du sel fin

- Un salinomètre - Une Ph mètre - Une fiole permettant de mesurer le volume d’eau - Une petite épuisette permettant d’isoler les individus dans les différents aquariums

a- Etude de la sélection par rapport à la variation de salinité : (transfert directe) Méthodes un total de 6 types de tests de tolérance à différentes concentrations de salinité ont été réalisés : Chaque expérience comprend des lots de 15 alevins repartis chacun dans un aquarium différent. - Le début de l’expérience a eu lieu le Mercredi 09 décembre 2009. - Et cela consiste au transfert direct et au même moment des alevins dans des milieux de salinités différentes. - Chaque expérience est suivie sur une période de 20 jours et cela dans le but de déterminer le degré de résistance, et les concentrations seuils et supportables, pour cette espèce, pour une réintroduction optimale. - Une inspection a lieu tous les matins entre 9h et 10h30, et à chaque fois les mortalités sont comptabilisées. - La température et le Ph ne varient pas, ou bien de manière non significative d’une concentration saline à une autre. - -) Les paramètres biologiques suivis sont : Ts (taux de survie) - Ts = (Nombre de poissons survivants au temps T / nombre de poissons mis en charge) X 100 - -) Le taux de survie relatif : Tr - Tr = (taux de survie à la salinité X gr/l /le taux de survie à la salinité 0 gr/l) X 100 (Snelson, 1989) La première série d’expériences à débuté le 09/12/2009, elle comprend 3 concentrations salines différentes : 5gr/l, 9gr/l , 13gr/l , cette expérience se déroule sur une durée de 20 jours. La deuxième série d’expérience débute le 13 janvier 2010 elle comprend également 3 concentrations salines différentes : 18gr/l , 25gr/l , 30gr/l , cette expérience se déroule sur une durée de 20 jours . Les paramètres Physico-chimiques des 6 aquariums : La température : varie entre 18°C et 19°C

Le Ph = [7,02 Ŕ 7,04] Conductivité = [5mili volt Ŕ 6 milli volt] - Mesure de la quantité de sel - Et répartition des différentes concentrations dans les aquariums. b - Etude de la sélection par rapport à la variation de salinité: (transfert progressif) Méthodes La population formée de 100 individus est mise dans un aquarium de volume d’eau égal à 15 litres, puis une concentration saline de 13gr/l a été imposée à ces individus. Cette concentration étant considérée comme non létale. Graduellement la concentration en salinité est augmentée de 1gr/l chaque 7 jours, dans le but d’étudier la fitness et le facteur de sélection qui n’est autre que la salinité, les génotypes les mieux adaptés sont sélectionnés et remis dans une concentration supérieure. L’expérience a débuté le 17 janvier 2010. On distingue quatre facteurs de l'évolution (Néo darwinisme) : la mutation, la sélection, la dérive génique et la migration. Si on considère une population d'une espèce donnée (Gambusia affinis dans ce cas), avec une certaine diversité génétique, elle pourra, soit acquérir encore de la diversité, grâce aux mutations aléatoires de son génome, soit perdre de la diversité, grâce à la dérive génétique (élimination aléatoires de certains allèles), ou à la sélection. La sélection naturelle agit sur le phénotype ce qui va créer une altération entre le génotype et l’environnement. A chaque environnement spécifique il y’a un phénotype précis. II. 3.8.1. Etude d’un facteur de sélection par simulation de 8 populations idéales Matériels utilisés a) Simul386.exe Ce logiciel a été crée par un groupe de chercheurs du département de génétique de « l’université de Washington » (Sournia, 1991). En travaillant avec ce logiciel, il nous est possible de faire varier : -la taille de l’échantillon. -les taux de mutations directes et inverses. -de définir des coefficients de reproductions des différents génotypes (sélection). -de simuler des migrations. L’exécution de ce programme (ou logiciel) n’est possible qu’en présence de :

55 b) DOS 4 GW : Qui permet l’exécution du programme simul386.exe c) GSview 4.7 : Permet la lecture des figures enregistrées.

Méthodes : Pour plus d’indication concernant les définitions de la sélection et de la fitness, (annexe VIII) Le paramètre qui nous intéresse est la fitness (Figure 30) La valeur sélective = fitness : elle permet de quantifier une valeur adaptative d’un phénotype. Fitness => c’est la capacité que possède un individu à se reproduire et à générer un individu non stérile.

Figure 30 : Interface principal de « simul386 » (Originale, 2010) Dans notre expérience le facteur de sélection étudié est la salinité. Chaque semaine le taux de salinité est élevé et donc le taux de sélection augmente, et la fitness diminue mais la fitness n’est pas calculée vu qu’une semaine reste une période relativement courte n’accordant pas le temps nécessaire pour qu’une génération se reproduise et aboutisse à une génération suivante. On sait que la fitness F= 1- s (s= sélection)

S’il n’y a pas de sélection  s = 0 => f= 1 ( tous les individus se reproduisent et donnent des individus fertiles)  s= 1 => f = 0 (pas de reproduction, vu que la sélection a empêché les individus de se reproduire) On suppose que l’on travaille sur une population biallèlique, et on va considérer le gêne responsable de la résistance a la salinité comme étant dominant  A On peut grâce à ces conditions soumettre des simulations 1er cas : On suppose que : la fitness de (homozygote dominant) AA=1 La fitness de (hétérozygote) Aa = 0,5 La fitness de (homozygote) récessif aa= 0 2eme cas : On suppose que : la fitness de (homozygote dominant) AA=0,7 La fitness de (hétérozygote) Aa = 0,5 La fitness de (homozygote) récessif aa= 0,3 3eme cas : On suppose que : la fitness de (homozygote dominant) AA=0,2 La fitness de (hétérozygote) Aa = 0,5 La fitness de (homozygote) récessif aa= 0,8 II.3.9. Etude comportementale II.3.9.1. Expérience sur la Détermination du régime alimentaire Matériels utilisés - Des Œufs de lumps - Un grand aquarium en verre pouvant contenir 60 litres d’eau - Des larves de moustiques a - Régime alimentaire : larvivore Méthodes - Un échantillon de 10 individus pris au hasard (taille et sexe confondus) ont été isolées dans un aquarium. La récolte de larves de moustique dans des eaux stagnantes a permis de réaliser cette expérience. - On présente à plusieurs reprises des larves de moustiques à des individus puis on observe le comportement de ses dernières. - Un groupe de15 larves de moustiques ont été présentés à 10 Individus et le nombre de larves restants dans l’aquarium a été quantifier à différent temps. (annexe IX)

b - Régime alimentaire : œufs d’autres poissons Méthodes - Une autre expérience a été réalisée grâce à des œufs de lumps, afin de tester le régime alimentaire des Gambusia affinis : - Un groupe de 50 œufs de lumps ont été présentés à 30 individus et le nombre d’œufs restants dans l’aquarium a été quantifier à différents intervalles de temps temps. II.3.9.2. Expérience déterminante des conditions de reproduction (Figures: 31 et 32) Matériels utilisés - Une cage permettant d’isoler les Gambusia affinis femelle gravides, ainsi que les alevins nouveaux nés

Figure 31 : Individus G. affinis femelles isolées dans l’aquarium avant la naissance des alevins (Originale, 2010)

Figure 32: Grille qui isole les Gambusia affinis gravides des alevins nouveaux nés (Originale, 2010) Méthodes

Les expériences réalisé sur la variation de température ont montré que celle-ci influençait de manière très significative le comportement des G.affinis, c’est pour cela qu’un échantillon de G.affinis d’âge adulte a été isolé et mis à une température qualifiée d’idéale [22°-25°] afin d’étudier leurs comportements sur une durée de 3 mois. Les femelles pleines qui présentaient une très grande tache noire au niveau de l’abdomen ont été isolées dans des cages avant la naissance des alevins. Pour cette expérience 5 individus gravides ont été isolées et le nombre d’alevins obtenus a chaque portée a été quantifié.

Résultats et discussions

III.1. Récolte des échantillons III.1.1.Le genre Aphanius Résultats Les personnes sollicitées pour la récolte des individus du Genre Aphanius n’ont pas réussi à pêcher Aphanius apodus, ce qui prouve que cette espèce n’est pas très abondante au niveau de la région de Batna. Discussion La disparition probable d’Aphanius apodus, est due à divers travaux d'aménagement routier, mais aussi d'opérations de capture aux fins de commercialisation. Les particuliers qui ont retrouvé l'espèce ont décimé la population confinée aux sources d'eaux thermales, sans pouvoir la reproduire faute de moyens appropriés. Le second cas concerne le souhait des autorités de développer l'aquaculture saharienne en exploitant les gueltates et autres plans d'eau du Sahara. Si l'idée est louable en soi, les écosystèmes sahariens aux conditions extrêmes sont à la fois robustes par leur capacité d'adaptation à des conditions souvent limites, mais aussi fragiles tant il a fallut du temps pour acquérir les caractères spécifiques, que ce soit pour les espèces végétales et/ou animales (http://www.soesic.org). En se basant sur le rapport de l’IUCN concernant la répartition géographique des poissons d’eau douce endémiques du bassin méditerranéen, il a été conclus que : Aphanius iberus serait une espèce menacée de disparition si un programme de conservation n’est pas établis. Aphanius fasciatus serait de l’ordre d’une préoccupation mineur, cette espèce n’est pas totalement menacée, elle arrive à se maintenir. (Smith, 2001) (http://www.soesic.org) III.1.2. Le genre Gambusia Résultats : Plusieurs individus Gambusia affinis, ont été récoltés à partir des 4 différents biotopes, dans le but de réaliser des études comparatives basées sur des critères morphologiques. Des individus Gambusia affinis issus du bassin anglais d’Elhamma, ont été utilisés au laboratoire pour la réalisation des différentes expériences ainsi que le dénombrement chromosomique.

III.2. Caractérisation phénotypique III.2.1. Détermination du sexe (Figure 33) Résultats Le sex-ratio pour les échantillons issus des différentes stations étudiées. Résultats les résultats sont représentés dans le (tableau 4) Tableau 4 - Echantillonnage effectué sur plusieurs stations et calcul du sex-ratio Echantillon T Nombre de Nombre de Sex-ratio femelles mâles Timimoun 12 7 5 0,7142 Adrar 22 10 12 1,2 Elhamma 25 10 15 1,5 Réghaia 16 5 11 2,2

Figure 33 : Variation du sex-ratio au niveau des 4 stations étudiées Discussion L’étude du sex-ratio dans les 4 stations : montre un taux d’individus Gambusia affinis mâles nettement supérieur à celui des femelles dans les station de Adrar , Réghaia , ainsi que le jardin d’essai d’Elhamma ; et donc la valeur du sex-ratio est supérieur a 1. Par contre à Timimoun le taux de femelles est supérieur à celui des mâles. Ces résultats peuvent varier à cause de plusieurs paramètres car dans une même région on peut trouver une sex-ratio qui diffère selon la période de pêche, que ce soit en été ou en hiver, ou de la localisation exacte en amont ou en aval du lac.

Le lac de Réghaia montre que le sex-ratio est en faveur des femelles à la station de pompage en comparaison à celui du canal de Kadous. Ce processus de dominance numérique a été attribué à : - Une croissance plus rapide chez les femelles - Une maturité plus précoce de ces dernières - Une mortalité plus élevée chez les mâles (Bounaceur, 1997). L’observation est similaire à Elkala ou on note une prédominance des femelles durant la même période Alors qu’au niveau du canal de Kadous, le sex-ratio est en faveur des mâles ce qui peut être dû : - A leur petite taille qui est sous l’influence de mouvement de l’eau où ils vont être dirigés vers le canal par le déversoir - La diversité d’avifaune au niveau du canal de Kadous (Bounaceur, 1997) - La présence d’anguille qui est un prédateur qui préfère les femelles du genre Gambusia a gain énergique important - La présence d’abris végétaux remarquables au niveau de la station de pompage par rapport à la station de Kadous où les femelles se cachent (Bounaceur, 1997) III.2.2. Mensuration des variables Résultats  Echantillon d’Adrar L’échantillon pris au hasard au niveau d’une zone humide de la région d’Adrar montre qu’il y’a un taux de 10 femelles , et de 12 mâles alors qu’au niveau de la zone humide de la région de Timimoun montre qu’il y’a un taux de 7 femelles, et de 5 mâles et concernant la zone d’Elhamma on remarque un taux de 10 femelles, et de 15 mâles alors qu’au niveau de la zone de Réghaia ’il y’a un taux de 5 femelles, et de 11 mâles, et a chaque fois les paramètres utilisés sont presque identiques sauf pour les paramètres 5 (Lpra) , 9 (Lpa) et 11(Lnn) ,cela est dû a l’inexistence chez les mâles d’un point de vue morphologique a la nageoire ventrale qui est devenue un gonopode chez les mâles. Les tableaux contenant les résultats motphométriques utilisés : voir (annexe II) III.3. Analyse statistique Univarié III.3.1. Mensurations et longueur du corps Résultats Chez les femelles de toutes les stations : (Figure 34)

On note donc que la longueur totale maximale LT chez les femelles est de 49,1mm et que la longueur totale minimale LTm est de 19,8mm mais la longueur totale reste très variable.

(mm)

Figure 34 : Variation de la longueur totale chez les femelles G.affinis de toutes les stations étudiées Chez les mâles de toutes les stations : (Figure 35) On remarque que la longueur totale LT chez tous les mâles issus des différentes stations. un maximum de 36,1mm et un minimum de 19,6 mm Analyse de 4 échantillons issus de stations différentes

(mm)

Figure 35 : Variation de la longueur totale des différentes G.affinis mâles issues des 4 stations étudiées

Discussion En comparant nos résultats morphométriques sur les mensurations des Gambusia affinis a d’autres études (Bounaceur,1997) , dans la région d’Elkala, nous avons remarqué que les individus du lac de Réghaia présentent des tailles comprises entre 24,9 mm et 39,7 mm pour les femelles , et de 23,5 mm a 35,2 mm pour les mâles. Les individus issus du bassin anglais au niveau du jardin d’essai ont des tailles comprises entre 19,8 mm et 34,4 mm pour les femelles, et de 19,6 mm à 26,1 mm pour les mâles. Quand à celles qui sont issues de la zone d’Adrar présentent des valeurs comprises entre 26 mm et 49 mm pour les femelles, et de 24,7 mm a 36,1 mm pour les mâles. Les individus de la région de Timimoun présentent des valeurs comprises entre 24,0 mm et 40,1 mm pour les femelles, et de 25,2 mm à 33 mm pour les mâles. Cette différence de taille, peut être due aux facteurs climatiques, puisque Elkala est plus humide que la région de Réghaia, quand aux zones de Timimoun et Adrar, elles sont situées dans des zones arides. Cette différence peut être due aussi à la période durant laquelle furent mesurés ces poissons qui varie d’une zone à une autre ou même l’échantillonnage prit au hasard qui a favorisé les individus se trouvant à la surface, alors que les petits poissons se réfugient hors de porté du pêcheur. III.4. Analyse statistique multivariée III.4.1. Analyse en composantes principales Analyse en composantes principales ACP pour les femelles : (Figures 36 et 37) Résultats

Figure 36 : Analyse en composantes principales pour les variables utilisées sur les individus femelles Interprétation : La projection des variables sur les axes factoriels 1 et 2 totalisant 65,17% et 9,88% d’inertie montre qu’ils sont plus ou moins regroupées dans une même region, et les points forment un nuage condensé sauf le parametre 11 : (Lnn) distance entre la nageoire anale et ventrale et 13 : (Doe) Diametre horizontal de l’œil.

Figure 37 : Analyse en composantes principales pour les individus femelles Interprétation : Sur un échantillon de (13 variables, 32 individus) la projection des individus sur les axes factoriels 1 et 2 totalisant 65,17% et 9,88% d’inertie montre que tous les individus sont regroupés dans un même champ, ce qui montre que les individus sont indissociables d’après leurs morphométries (les variables utilisées) Sauf l’observation [5] correspondante a l’individu 8 => issu de la station Adrar et l’observation [19] correspondante a l’individu 37 => issu du bassin anglais d’Elhamma Discussion : Une ACP (analyse des composantes principales) a été réalisée sur la matrice en (annexe II). La projection des individus sur l’axe 1 et 2 avec un maximum d’inertie de 65,17 % par facteur 1 et de 9,88% par facteur 2 montre que les images se répartissent de manière uniforme en un seul nuage sauf pour les images : [5] qui correspond a l’individu 8 => issu de la zone humide d’Adrar et le [19] correspondant à l’individu37 => issu du bassin anglais d'Elhamma

Les variables sont reparties de manière homogène, il ya une bonne corrélation entre les variables, ce qui prouve qu’il y’a une relation entre les différents paramètres. Ex : longueur total et longueur de la nageoire sont en augmentation proportionnelle... etc. Sauf pour les variables [11] (distance entre les deux nageoires ventrales) et la variable [13] qui correspond au diamètre de l’œil. Analyse en composantes principales ACP pour les Mâles : (Figures : 38 et 40) Résultats La matrice utilisée : en annexe II : les individus mâles de toutes les stations confondues sont soumis à une ACP

Figure 38 : Analyse en composantes principales pour les variables utilisées sur les individus mâle

Interprétation : La projection des variables sur les axes factoriels 1 et 2 totalisant 61,37% et 11,05% d’inertie montre que ces dernieres se repartissent de manière plus ou moins regroupées dans une même region, et les points forment un nuage condensé sauf le parametre 1 : (Lpo) longueur post orbitale et 7 : (LT) longueur totale.

Figure 39 : Analyse en composantes principales pour les individus mâle Interprétation : La projection des individus sur les axes factoriels 1 et 2 totalisant 61,37% et 11,05% d’inertie : (11 variables, 43 individus): Tous les individus sont regroupés dans un même champ, ce qui montre que les individus sont indissociables d’après leurs morphométries (les variables utilisées)

Discussion : Une ACP (analyse des composantes principales) a été réalisée sur la matrice en (annexe II) La projection des individus sur l’axe 1 et 2 avec un maximum d’inertie de 61,37 % par facteur 1 et de 11,05% par facteur 2 montre que les images sont regroupées dans un même champ, ce qui prouve que les individus sont indissociables d’après leurs morphométries (les variables utilisées). Les études statistiques auxquelles ont été soumis nos résultats morphométriques, ne montrent pas de grandes divergences, ni même un groupe qui se démarque des autres, d’ou le regroupement des populations en un seul nuage de points homogène. III.4.2. Classification ascendante hiérarchique (Figures: 40 et 41) Résultats Concernant les femelles : (toutes stations)

Figure 40: Classification ascendante hiérarchique pour les individus femelles (13 variables, 32 individus)

Concernant les Mâles : (toutes stations)

Figure 41: Classification ascendante hiérarchique pour les individus mâles (11 variables, 43 individus)

Discussion - Concernant les femelles : Le dendrogramme de lànalyse hiérarchique (32 individus, 13 variables) révèle la séparation de deux groupes principaux : le premier ensemble (1) correspond à Gambusia affinis issu du bassin anglais d’Elhamma. Le second (2) met en évidence deux sous groupes à des niveaux dàgrégation différents. Le sous groupe (2a) qui renferme les individus du genre Gambusia issus du lac de Réghaia dans un premier temps et l’autre sous groupe (2b) renferme les individus du genre Gambusia issus de la région d’Adrar ainsi que de la région de Timimoun. - Concernant les mâles : Le dendrogramme de lànalyse hiérarchique (43 individus, 11 variables) révèle la séparation de deux groupes principaux: le premier ensemble (1) correspond à Gambusia affinis issu du bassin anglais d’Elhamma. Le second (2) met en évidence deux sous groupes à des niveaux

d`agrégation différents. Le sous groupe (2a) qui renferme les individus du genre Gambusia issus de la zone d’Adrar dans un premier temps et l’autre sous groupe (2b) renferme les individus du genre Gambusia issus de la région du Lac de Réghaia ainsi que de la région de Timimoun. III.5. Calcul du coefficient de variation Résultats (Figures 42 et 43) Le coefficient b : (voir annexe III pour les étapes) les résultats dans les (tableaux 5 et 6) Calcul de L (constante) = longueur standard moyenne pour toutes les populations (moyenne des LS) les résultats dans le (tableau 7) Application de la loi pour les différents Mt= M0 (L/L0) b Cette transformation minimise la variabilité résultant de la croissance allométrique.

Une fois les tableaux des données transformé obtenu ; on procède au calcule du coefficient de variation de première. Selon la relation :

Sachant que :

∑Sj2 = la somme de la variance

∑ Xj2 = moyenne au carré Voir (annexe V) pour la méthode de calcul du C.V.p, les résultats sur le (tableau 8) Les résultats du CVP transformés sont comparés au CVP non transformés (Figures : 44 et 45)

Tableau 5 - Valeur du coefficient de régression du log M0 pour les populations femelles

Femelle Log Log Log Log Log Log Log Log Log Log Log Log Lpo Lt Lprd Lprv Lpra LT Hmax Lpa Hnc Lnn Lnc Doe « b » Adrar 1,127 0,478 1,119 1,032 1,043 1,015 0,778 0,834 0,646 0,925 1,042 1,518 « b »Timi 1,024 1,061 1,249 2,169 1,282 1,048 1,603 0,757 1,119 0,601 1,282 0,71 « b » Elhamma 1,463 0,843 1,115 0,786 0,794 0,927 0,964 1,783 1,25 0,57 0,589 1,1 « b » Réghaia 0,574 0,859 1,054 1,004 0,396 0,982 1,453 1,299 1,042 -2,256 0,945 -0,193

Tableau 6 - Valeur du coefficient de régression du log M0 pour les populations mâles

Mâle Lpo Lt Lprd Lprv LT Hmax Hnc Lnc Doe « b » Adrar 0,656 1,307 0,926 1,576 0,913 4,270 0,324 0,516 1,402 « b » Timimoun 0,870 0,607 0,164 1,482 0,958 0,661 1,006 0,966 1,33 « b » Elhamma -0,208 2,11 0,93 0,741 0,88 0,569 1,803 0,052 2,075 « b » Réghaia 0,774 1,447 0,537 1,312 1,044 0,753 1,338 1,291 1,174

Tableau 7 - Valeur de L (constante) = longueur standard moyenne pour toutes les populations (moyenne des LS) LS moyenne des 4 stations Femelles de toutes les populations 24,74 Mâles de toutes les populations 21,88

Les tableaux des données transformées pour les populations de Gambusia affinis en (annexe IV)

Tableau 8 – taux du coefficient des variations brut et transformés males et femelles pour les différents biotopes étudiés Mâle la Mâle région Mâle Mâle lac femelle femelle femelle femelle région Timimoun d’Elhamma de région région de Elhamma lac de Adrar Réghaia d'Adrar Timimoun Réghaia CVPt 8,661 9,515 8,2606 8,626 6,7104 7,275 21,683 11,878 CVP 20,256 16,523 12,942 16,572 22,809 20,667 26,017 24,856

Figure 42 : Valeurs des coefficients de variations transformés « CVPt » mâles sur les 4 biotopes étudiés

Figure 43: Valeurs des coefficients de variations transformés « CVPt » Femelles sur les 4 biotopes étudiés

Figure 44 : Valeurs comparatives entre le coefficient de variation brut et le coefficient de variation transformé chez les individus mâles des différents biotopes étudiés

Figure 45 : Valeurs comparatives entre le coefficient de variation brut et le coefficient de variation transformé chez les individus femelles des différents biotopes étudiés

Discussion L’analyse des variables a permis d’obtenir une matrice brute qui grâce à la relation b Mt= M0 (L/L0) nous a permis d’obtenir une matrice de donnée transformée (Karakousis, 1991) La transformation des données brutes en données transformées permet de réduire l’effet de la croissance allométrique et d’écarter les effets des facteurs environnementaux. La comparaison des coefficients de variation est différente que ce soit chez les mâles ou les femelles du fait qu’il existe un dimorphisme sexuel. Et nos résultats pour les 4 biotopes pris en considération montrent que : Le taux du coefficient de variation transformé mâles est très élevé au niveau de la zone de Timimoun, ce qui laisse penser que les males se seraient très bien adaptés, cela peut être dû au manque de prédateurs. Alors que le coefficient de variation transformé femelles montre un taux très élevés au niveau du jardin d’essai d’Elhamma où les femelles seraient bien adaptées suite aux conditions favorables du milieu. Un taux élevé du coefficient de variation se traduit par un polymorphisme ce qui signifie que la population est riche. III.6. Caryologie (Figures: 46 et 47) Résultats Suite à de nombreuses tentatives pour la réalisation du caryotype, il a été possible d’observer au microscope photonique sur l’une des lames une cellule en métaphase éclatée libérant ainsi des chromosomes acrocentrique reparti sur la lame

Figure 46 : Dénombrement chromosomique chez Gambusia affinis GX100 : 48 chromosomiques (originale, 2011).

Chromosomes acrocentrique

Figure 47 : Dénombrement chromosomique chez Gambusia affinis GX100 : 48 chromosomiques (Originale, 2011). Discussion

L’étude du caryotype des Gambusia affinis reste assez énigmatique, les études de cette espèce un peu partout à travers le monde a montré une grande diversité, probablement due à des remaniements chromosomiques au cours de l’évolution.(Cataudella, 1976) L'observation de paires des chromosomes hétéromorphes chez les individus diploïde (poissons Téléostéens) a suggéré la présence de chromosomes sexuels dans cette grande classe de vertébrés (Chen, 1968) Ce sont les chromosomes sexuels qui posent problème, dans la plus part des populations car ils sont homogamétiques chez les mâles et hétérogamétiques chez les femelles, alors que chez d’autres populations ils sont homogamétiques chez les deux sexes, même le nombre de chromosomes varie en fonction de la localisation géographique certaines populations comme celles d’Italie sont a 2n=48 chromosomes, alors qu’en Inde elle est de 2n=46 (Cataudella, 1976). On sait que les Gambusia affinis sont toutes originaires d’Amazonie d’Amérique. L’étude du caryotype des Gambusia affinis en Algérie montre que le nombre de chromosomes de cette espèce serait égal à 48 chromosomes. Des études plus approfondies seraient nécessaires pour l’appariement des chromosomes homologue et l’identification des Chromosomes sexuels.

III.7. Etudes du facteur de sélection III.7.1. Etude de la sélection par rapport à la température (Figure 48) Résultats Les résultats obtenus sont résumés dans le (tableau 9) Le calcul du taux de survie est représenté dans le (tableau 10) Ces résultats nous montrent que les individus présentent un taux de survie maximum entre une température du 11°C et celle de 34°C. Au delà de cette température le taux de survie diminue et les Individus résistent à une température maximale de 41°C , à partir de 42°C elles meurent .

Tableau 9 - Différentes expériences mettant en évidence transfert des individus à plusieurs températures

Individus vivants Remarque Aquarium 1 : 11°c 14 Individus vivants Les individus sont de couleur jaune , blanchâtre et ont du mal à se déplacer , elles nagent lentement Aquarium 2 : 14°c 14 Individus vivants La couleur des individus est jaunâtre, elles nagent exclusivement au fond de l’aquarium Aquarium 3 : 20°c 14 Individus vivants Couleur normale, les individus nagent sur toute la surface de l’aquarium. Aquarium 4 : 25°c 14 Individus vivants Les individus sont parfaitement adaptées, on observe même le phénomène de poursuite, ce qui montrerait que la température influence de manière significative la reproduction, on remarque aussi que les individus ont tendance à se battre pour la nourriture. Aquarium 5 : 28°c 14 Individus vivants Les individus sont adaptées, on remarque moins le phénomène de poursuite, elles nagent toujours en utilisant tout l’espace de l’aquarium Aquarium 6 : 34°c 14 Individus vivants Les individus sont très agitées, elles se regroupent vers le fond de l’aquarium . Aquarium 7 : 39°c 10 Individus vivants C’est la limite de la température tolérable pour les individus, par ailleurs 4 individus meurent . Aquarium 8 : 41°c 6 individus vivants Mort brutale de la majorité des individus

Cette température est considérée comme létale Aquarium 9 : 44°c Pas de survivant

Tableau 10 - Taux de survie des individus à partir d’une population initiale comprenant 14 individus Echantillons Taux de survie Echantillon 1 = 11°C 14 Echantillon 2 = 14°C 14 Echantillon 3 = 20°C 14 Echantillon 4 = 25°C 14 Echantillon 5 = 28°C 14 Echantillon 6 = 34°C 14 Echantillon 7 = 39°C 10 Echantillon 8 = 41°C 6 Echantillon 9 = 44°C 0

Figure 48 : Evolution du taux de survie des individus Gambusia affinis exposés a différentes températures Discussion La température influence aussi le métabolisme et le mode de développement de certaines espèces comme cité dans l’étude de J Lapierre et all (Lapierre, 1986) sur l’influence de la température de l'eau et de l'âge des poissons sur la mortalité de la truite mouchetée « Salvelinus fontinalis » en 1986 qui montre la sensibilité de la truite mouchetée aux températures d'élevage de 5 a 15°C , ou l’étude sur Carassius auratus d’après Christian Salmon et all (Salmon, 1974) Mais ce qui captive notre attention surtout dans cette étude ce sont les limites de tolérances de Gambusia affinis à des températures assez variées. L’étude de Johnson Ray Clifford (Johnson, 1976) sur la variation journalière dans la tolérance thermique des Gambusia affinis (Poisson: Poeciliidae) montre que : 1. Les poissons mâles et femelles présentent des différences de tolérances significatives observées lors des variations thermiques sur une période de 24h. 2. Les mâles G. affinis ont été tolérant mieux à la chaleur que les femelles.

3. Aucune différence significative n'a été observée entre les létales thermiques moyennes des femelles gravides et non gravides. 4. Un rythme quotidien de la résistance thermique est évident chez G. affinis, mais sa signification est inconnue (Johnson, 1976). Nos expériences au laboratoire montrent qu’effectivement Gambusia affinis possède une tolérance variant de 11°C jusqu'à 39°C-40°C, cet intervalle de température permet à l-individu de survivre, alors que l’intervalle de température entre 22°C jusqu'à 25°C favorise la reproduction, l’alimentation ainsi que la vivacité dans les déplacements. III.7.2. Etude de la sélection par rapport à la salinité a - Etude de la sélection par rapport à la variation de salinité : (transfert directe) Résultats (tableaux : 11 et 12) et (Figure 49) On constate d’après l’histogramme que le taux de survie des Gambusia affinis reste maximal pour les concentrations variant entre 5gr/l et 13gr/l et au delà de ce seuil, le taux de survie diminue. Alors qu’une concentration saline de 18gr/l représente une concentration maximale tolérable seulement par quelques individus très résistants. Mais à partir de 20gr/l aucun individu n’est capable de survivre Ts = (Nombre de poissons survivants au temps T / nombre de poissons mis en charge) X 100

Tableau 11 - Différentes expériences montrant le transfert direct des individus à plusieurs concentrations de salinité Date Nombre de Remarque individus mortes 1er aquarium [5gr/l] 09/12/2009- Aucun Les individus s’adaptent facilement, aucun 30/12/2010 Individu ne changement morphologique ou meurt comportemental n’est observé 2eme aquarium [9gr/l] 09/12/2009- Aucun Les individus sont stressés mais pas de 30/12/2010 Individu ne changement morphologique visible meurt 3eme aquarium 09/12/2009- Un individu Les individus sont très stressés , ils balayent [13gr/l] 30/12/2010 mort le l’aquarium dans tous les sens , et se 28/12/2009 regroupent surtout au niveau de la pompe à oxygène 4eme aquarium 13/01/2010- Le 14/01/2010 L’individu survivant est [18gr/l] 24/01/2010 tous les morphologiquement anormale, un individus sont gonflement de l’abdomen est noté, et un morts sauf un. changement de couleur de celui ci devenue très fonce . 5eme aquarium [25 13/01/2010- Le 14/01/2010 Cette concentration est considérée comme gr/l] 24/01/2010 tous les létale, les individus ne survivent pas individus sont morts 6eme aquarium 13/01/2010- Le 13/01/2010 Cette concentration est létale de manière [30gr/l] 24/01/2010 tous les instantanée, impossible à l’individu de individus sont s’adapter à une concentration au dessus de morts 17gr/l

Tableau 12 - Taux de survie des individus selon la loi : Ts = (Nombre de poissons survivants au temps T / nombre de poissons mis en charge) X 100 Concentration en sel Survie TS TR Echantillon 1 [5gr/l] 15 100% 100% Echantillon 2 [9gr/l] 15 100% 100% Echantillon 3 [13gr/l] 14 93,33% 93,33% Echantillon 4 [18gr/l] 1 6,66% 6,66% Echantillon 5 [25gr/l] 0 0% 0% Echantillon 6 [30gr/l] 0 0% 0%

Figure 49 : distribution du taux de survie des individus Gambusia affinis exposés à différentes concentrations salines b - Etude de la sélection par rapport à la salinité: (transfert progressif) Résultats : (Tableaux 13 et 14) (Figure 50) Les différentes expériences montrant le transfert progressif des individus à plusieurs concentrations Donc grâce à cette expérience d’adaptation progressive à des concentrations salines élevées à partir d’une population de 100 individus il ne reste plus que : 26 individus (74 pertes) Cette expérience nous a donc montré que les individus sont capables de survivre à des taux de salinités variant entre 13gr/l et 17gr/l mais si on laisse les individus dans une concentration saline de 17gr/l ils ne s’adaptent pas et même les plus résistantes finissent par mourir. Ce résultat est obtenu en tenant compte de l’augmentation graduelle de la salinité afin de permettre une adaptation.

Tableau 13 - Différentes expériences montrant le transfert progressif des individus à plusieurs concentrations Concentration Date Nombre de poissons mort Remarque Semaine 1 [13 gr/l] 17/01/2010 0 mort Les poissons s’adaptent parfaitement à cette concentration aucun changement Semaine 2 [14 gr/l] 24/01/2010 1 poisson mort Cette concentration ne stresse pas totalement les individus, le poisson mort est un très petit alevin , donc la cause de cette perte peut être indépendante de la concentration saline Semaine 3 [15 gr/l] 31/01/2010 1 poisson mort Les individus nagent surtout à proximité de la pompe à oxygène et on remarque un début de stress comportemental Semaine 4 [16 gr/l] 08/02/2010 9 poissons morts le comportement des poissons est différent, ils sont en mouvement permanent à la recherche d’une source d’oxygène Semaine 5 [17 gr/l] 14/02/2010 26 poissons morts Les individus se regroupent à la surface, c’est la concentration limite de tolérance Semaine 6 [17 gr/l] 21/02/2010 37 poissons morts Au delà de cette concentration il n’y a plus aucun survivant. Les poissons meurent instantanément Semaine 7 [17 gr/l] 28/02/2010 Tous les poissons sont 17gr /l est létale sur une durée de 3 morts semaines sur la totalité des poissons

Tableau 14 - Taux de survie des individus selon la loi : Ts = (Nombre de poissons survivants au temps T / nombre de poissons mis en charge) X 100 Concentration Nombre de poissons vivants TS Semaine 1 [13 g/l] 100 100% Semaine 2 [14 g/l] 99 99% Semaine 3 [15 g/l] 99 99% Semaine 4 [16 g/l] 90 90% Semaine 5 [17 g/l] 64 64% Semaine 6 [17 g/l] 27 27% Semaine 7 [17 g/l] 0 0%

Figure 50 : Distribution du Taux de survie des individus Gambusia affinis exposé à différentes concentrations salines avec transfert progressif

Discussion Le taux de tolérance de la salinité chez Gambusia affinis selon nos expériences effectuées sur des alevins en laboratoire, varie entre 0gr/l et 13gr/l. et ceci lors d’un transfert brusque. Au delà de cette concentration; certaines Individus meurent. Mais si l’on procède à des transferts graduels en augmentant de 1gr/l chaque semaine le taux de salinité, nous pouvons pousser au maximum le degré de tolérance des individus à une salinité de 16gr/l .mais à cette concentration l’individu est stressé et même à température idéale, il lui sera impossible de se reproduire, et d’assurer donc la pérennité de l’espèce.

III.7.3. Etude d’un facteur de sélection par simulation de 8 populations idéales Résultats (Figures : 51, 52 et 53)

Figure 51 : Fixation de l’allèle A chez les 8 populations : On remarque que le gène A commence à se fixer au bout de la 4eme génération.

Figure 52 : Fixation de l’allèle A chez les 8 populations : On remarque que le gène A commence à se fixer au bout de la 7eme génération.

Figure 53 : Perte de l’allèle A chez les 8 populations: On remarque que le gène A commence à se perdre au bout de la 5eme génération. Discussion

On remarque selon notre hypothèse initiale concernant le taux de salinité élevé comme étant facteur de sélection Que si le gène responsable de la résistance à la salinité chez le genre Gambusia était porté par un allèle dominant, ce dernier aurait tendance à disparaitre rapidement si sa fréquence était inferieur a 0,5 et donc au bout de quelques générations les individus ne pourraient plus se reproduire dans des conditions de salinité élevé dans le milieu, ce qui causerait la disparition de l’espèce. Par contre le cas contraire est aussi valable, si la fréquence de l’allèle « A » serait supérieure, ce dernier se fixerait rapidement au bout de quelques générations, et donc toutes les générations d’individus suivants seraient capables de se développer dans des conditions de salinités élevées. III.8. Etude comportementale III.8.1. Expérience sur la Détermination du régime alimentaire a - Régime alimentaire : larvivore (Figure 54) Résultats : dans le (tableaux: 15 et 16) Tableau 15 - Nombre de larves de moustiques restant dans l’aquarium à différents temps Temps T Nombre de larves restantes dans l’aquarium T = 0min 15 larves T = 1min 13 larves T = 5 min 9 larves T = 10 min 2 larves T = 15 min 0 larve

Figure 54: Distribution du taux de larves de moustique à différents temps

Tableau 16 - Différentes étapes de l’expérience définissant le régime alimentaire des Gambusia affinis comme étant larvivore

Observations Photographies

Temps 1 : Une larve fut déposée prés de quelques G.affinis isolés

On remarque que l’individu la plus proche se dirige directement vers la larve de moustique

Temps 2 : L’individu pourchasse la larve de moustique

Temps 3 : L’individu dévore la larve de moustique Même si la taille de la larve est nettement grosse

Temps 4 : Malgré la difficulté de la G.affinis à dévorer la larve, celui ci fini par la manger

Discussion (Figure 55, 56 et 57) - D’après les différents tests on remarque à chaque fois, que Gambusia affinis préfère en priorité les larves de moustique comme nourriture, vu la rapidité avec laquelle elle se précipite sur ces proies. - Suite à la morphologie spéciale de la bouche des individus qui est orientée vers le haut, celles ci ne peuvent manger aisément que la nourriture se trouvant à la surface de l’eau. - Les larves de moustiques nagent à la surface de l’eau, ce qui facilite donc aux individus l’accessibilité à celles ci. (Pour plus d’expérience voir annexe IX) - D’autres expériences ont montré que les alevins du genre Gambusia avaient une taille et une forme identique à celle des larves de moustiques. Ces alevins pouvaient nager à la surface de l’eau et donc sont assimilés à des proies par les Gambusia affinis adultes. - Suite à ces expériences, les individus peuvent être classifiés selon un mode de nutrition larvivore ainsi que cannibale.

Figure 55: Individus de Gambusia affinis mâle et femelle : la forme de la bouche orientée en position super (Originale, 2010)

Figure 56: Individus du genre Gambusia : se nourrissant à la surface de l’eau (Originale, 2010)

Figure 57: Individus du genre Gambusia : se regroupant vers la surface de l’eau pour se nourrir (Originale, 2010) b - Régime alimentaire : œufs d’autres poissons (Figures: 58 et 59) (Tableau 17) Résultats Cette expérience nous montre que les individus se nourrissent également d’œufs de lumps avant que ces derniers n’atteignent le fond de l’aquarium, car une fois l’œuf au fond il est impossible à l’individu de le manger et cela à cause de la structure de sa bouche orientée vers le haut, elle ne peut donc pas ramasser ce qui tombe. En général les autres poissons pondent leurs œufs au fond des lacs ou rivières …etc. , ou caché dans la végétation , ceci les rends inaccessibles et donc la cohabitation est possible avec les individus (principal prédateur). C’est ce qui a été observé au niveau du jardin d’essai d’Elhamma, où elles coexistent parfaitement avec une autre espèce : la carpe japonaise.

Figure 58 : Individus du genre Gambusia qui mangeant les œufs de lumps (Originale, 2010)

Tableau 17 - Nombre d’œufs de Lumps restant dans l’aquarium à différents temps Temps T Nombre d’œuf de lumps dans l’aquarium T = 0min 50 œufs T = 1min 50 œufs T = 5 min 43 œufs T = 10 min 40 œufs T = 15 min 40 œufs

Figure 59 : Distribution du taux d’œufs de lumps a différents temps Discussion Le grand diamètre buccal des femelles par rapport aux mâles lui permet d’ingérer des grandes proies et d’exploiter des spectres plus larges ; cela lui permet aussi d’avoir une énergie supplémentaire qui devient très importante durant la période de reproduction. L’investissement énergique est réparti comme suite : 17-22 % sont alloués à la croissance 0-7 % sont alloués à la reproduction 75-83 % sont alloués à la respiration et d’autres fonctions (Bounaceur, 1997). Les résultats de Bounaceur (1997) en analysant le contenu digestif des individus montre un nombre d’ostracode égal à 8 et un nombre de diptère égale à 90, ce qui coïncide parfaitement avec nos résultats qui montrent la nette préférence pour les larves de moustiques. Les différents tests de notre étude, ont prouvé le mode larvivore du genre Gambusia ainsi que cannibale.

C’est ce mode larvivore qui fait de Gambusia affinis un excellent outil de lutte contre les moustiques; vecteurs pour certaines maladies (Holland, 1933) dans son travail sur la lutte par le genre Gambusia en Nouvelle-Irlande ainsi que beaucoup d’autre travaux dans le monde. III.8.2. Expérience déterminante les conditions de la reproduction (figures 60, 61, 62, 63, 64, 65, 66 et 67) (tableau 18) Résultats Les expériences de variation de température ont montré que celle-ci influençait de manière très significative le comportement des Gambusia affinis, c’est pour cela qu’un échantillon d’individus du genre Gambusia d’âge adulte a été isolé et mis à une température qualifiée d’idéale [22°-25°] afin d’étudier leurs comportements sur une durée de 3 mois. Les femelles pleines qui présentaient une très grande tache noire au niveau de l’abdomen ont été isolées dans des cages avant la naissance des alevins Le 22 avril 4 individus femelles ont donné naissance : La 1 ère Gambusia affinis a donné naissance à 5 alevins La 2ème Gambusia affinis a donné naissance à 20 alevins La 3ème Gambusia affinis a également donné naissance à 11 alevins. La 4ème Gambusie affinis a donné naissance à 3 alevins Donc le nombre d’alevins par portée varie d’une G.affinis à une autre. Ce qui montre aussi la particularité de cette espèce c’est que ce sont des poissons ovovivipares, cela signifie que ce ne sont pas des œufs qui sont pondus mais des petits alevins, portant sous leur ventre un sac externe contenant des réserves de nourriture. Malheureusement malgré la cage, quelques alevins remontent à travers les grilles (du fait de leurs petites tailles) et se font dévorer par les individus adultes, ce qui montre le caractère de cannibalisme de ces poissons Par la suite plusieurs femelles gravides ont donné naissance à un grand nombre d’alevins , mais le maximum d’alevin naissant en une porté par la même femelle a eu lieu le 11 juin 2010 et a donné un taux de 48 alevins.

Figure 60 : Individu G.affinis Femelle avec ses petits alevins (Originale, 2010)

Figure 61: la naissance d’un alevin (Originale, 2010)

Figure 62 : Un alevin né depuis 1 minute (Originale, 2010)

Figure 63 : Etape 1 d’une naissance d’un alevin (Originale, 2010)

Figure 64 : Etape 2 : alevin 1 libéré et naissance du 2eme alevin (Originale, 2010)

Figure 65 : Etape 3 : alevin suivant libéré et apparition d’un autre alevin (Originale, 2010)

Figure 66 : Plusieurs alevins issus d’une même portée (Originale, 2010)

Tableau 18 - Nombre d’individus (alevins) issus de différentes portées Individue gravide Nombre d’alevin par porté Individu N° 1 5 Individu N° 2 20 Individu N° 3 11 Individu N° 4 3 Individu N° 5 48

Figure 67 : Distribution du nombre d’alevins issus de différentes portées au cours de l’expérience de reproduction Discussion La reproduction, chez Gambusia affinis, ne se fait pas au hasard, les conditions du milieu doivent être favorable, c’est pour cela que les alevins commencent à faire leur apparition à la fin du printemps et au début de l’été, où la température varient entre 20° et 25°, et la reproduction des individus en aquaculture montre que lorsque les conditions sont idéals, une portée peut varier de 3 alevins jusqu'à 50 alevins.

Conclusion

IV. Conclusion et perspective Les individus appartenant au genre Gambusia ont fait l’objet de nombreuses études, ceci pour plusieurs de leurs caractéristiques, dans le but d’une meilleure connaissance d’un point de vu physionomique écologiques ainsi que comportemental. De nombreux travaux de recherches ont été effectués sur le genre Gambusia parmi ceux-ci; on note les travaux de Bounaceur (1997) et de Beaudouin Remy (2007) sur l’étude de la dynamique d’une population d’individus du genre Gambusia. Toutes les connaissances acquises au cours des études précédentes nous permettent d’avoir une approche et des renseignements plus approfondis concernant la capacité adaptative et de survie de la Gambusie affinis à différents types de zones humides. La position géographique et stratégique de l’Algérie, ainsi que sa configuration physique et la diversité de son climat lui confèrent d’importantes zones humides : marais, étangs, chotts, sebkhas, gueltas et de nombreux lacs d’eaux douces. L’Algérie compte actuellement 42 sites inscrits sur la liste Ramsar des zones humides d’importance internationale avec une superficie totale de 2.8 millions d’hectares. Parmi ces zones humides figurent de nombreux sites d’eaux douces repartis à différents coins du pays. Les eaux douces stagnantes sont propices à la multiplication des moustiques, ce qui a des répercutions directes sur la propagation de certaines maladies, dont ces derniers sont les principaux vecteurs. Ces zones humides sont soumises à des conditions climatiques assez extrêmes faisant varier une gamme assez large de facteurs : tel que la température, le taux de salinité, le Ph, le taux d’oxygénation …etc. Ceci dit les facteurs qui possèdent un impact plus conséquent reste en premier lieu la température et le taux de salinité, d’ailleurs de nombreuses recherches ont eu pour objectif d’étudier les degrés de tolérances de certaines espèces aquatiques à ces deux paramètres. Ce travail a pour objectif l’étude caryologique et comportementale de la Gambusie affinis. Un dénombrement chromosomique de Gambusia affinis d’Algérie montre une similitude avec les populations du genre Gambusia d’Italie dont le nombre est de 48 chromosomes. On a remarqué également que Gambusia affinis avait certaines particularités par rapport aux autres poissons, ce qui est le plus marquant c’est surtout sa capacité adaptative qui fait de celle-ci un individu très coriace capable de résister aux conditions extrêmes du milieu. Par ailleurs durant les expériences traitées dans ce travail il a été constaté que ces poissons pouvaient résister à un large intervalle de température variant entre 5 à 40°c.

Les genres Gambusia sont aussi capables de survivre à des degrés de salinités atteignant les 17gr/l, ce qui n’est pas négligeable vu que l’idéal pour ces poissons est l’eau douce dont la salinité avoisine le zéro. Lorsque les conditions sont adéquates, notamment une température de 24°C, ces petits poissons se reproduisent très rapidement et à grande fréquence par mode ovovivipare. Durant la période de notre travail, des dizaines de petits alevins ont vu le jour, mais malheureusement les Gambusia affinis ont un régime alimentaire plutôt cannibale et les adultes se nourrissaient des nouveaux nés. Ces Alevins ont une très petite taille et ressemblent aux larves de moustique, qui représente le met préféré des Gambusia affinis d’où notre étude qui a pour but la réintroduction de ces dernières dans des zones qui souffrent de prolifération de moustiques, principal vecteur de nombreuses maladies, dont le paludisme. Ces poissons (Gambusia affinis) peuvent donc s’adapter à plusieurs conditions extrêmes et par conséquent peuvent être réintroduits dans des zones sahariennes dont les températures sont considérablement élevées ou très basses selon les saisons, ou dans des chotts dont le taux de salinité des eaux est assez important. Cette étude représente une avancée dans la réintroduction des Gambusia affinis, mais il faut entreprendre d’autres mesures de paramètres du milieu, comme le Phi, l’oxygénation etc.…pour constater l’influence de ces autres paramètres sur le comportement de ces poissons. Il ne faut pas aussi négliger les populations existantes dans le milieu de réintroduction pour une cohabitation adéquate vu que les Gambusia affinis sont voraces et peuvent s’attaquer à d’autres poissons qui pourraient représenter une source nutritionnelle. Les milieux contenant une végétation dense seraient plus appropriés, car cela permettrait aux alevins de survivre cachés, et donc de ne pas se faire dévorer. La protection de la diversité aquatique passe par la protection des habitats et des écosystèmes. Différentes conventions et programmes ont été établis, diverses stratégies ont été adoptées dans le but de préserver la nature et protéger les patrimoines génétiques. L’Union internationale pour la conservation de la nature (IUCN) en 2001 a établi une liste rouge où des espèces du genre Aphanius apparaissent, dont Aphanius apodus et Aphanius iberus. Une population peut disparaitre très rapidement et de manière irréversible, pour cela des études en laboratoire sur ces espèces et des mesures de protections sont à prévoir dans les plus brefs délais afin de renverser la tendance actuelle.

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Annexes

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Annexe I : Quelques espèces d’Aphanius dans le monde

Genre/ espece Descriptions et paramètres Figures (référence électronique) Aphanius ( LeidenFrost, 1912 in Hrbek) ( Hrbek T, 2003). anatoliae anatoliae -Leurs biotopes, apparemment, est vraiment très éclectique, puisqu'il peut très bien être, une rivière relativement douce, comme des marais salants ; Les causes de sa raréfaction, semble être multiple, disparition de son habitat naturel généré par l'homme, introduction d'espèces invasives (principalement les "Gambusia affinis"). D'un point de vue des températures, ils sont tolérant, de 4- 5° l'hiver à 25° l'été et 22,5° serait la température de maintenance idéale. Leur taille moyenne est de: 5cm (référence électronique) Aphanius anatoliae Aphanius (Aksiray, 1948) : burduricus Localisation: lac Burdur Taille:5 à 7cm Ce poisson, au travers des études faites sur le lac Burbur, dont il est endémique, reste surement, l'Aphanius le mieux étudié. Ce poisson s’adapte et supporte des condition extrêmes (référence électronique)

1) couple reproducteur 2) imitateur de femelle, mangeur d'œufs 3) couple en frai 4) femelle normale 5) mâle dominant 6) imitateur 7) femelle normale 8) frai 9) femelle normale Plusieurs Aphanius

- Aphanius (Kosswig et Sozer, 1945) anatoliae Localisation: endémique du lac Salda en Yeshilova, splendens Taille: 6cm Ce poisson supporte des températures variant 24-28°, ils préfèrent une eau très dure et alcaline, Ph 8,5-8,8. Ce sont des poissons omnivores, qui ont tendance à manger leurs œufs, incubation : 10 jours. Aphanius anatoliae splendens - Aphanius (Ermin, 1946) anatoliae transgrediens Taille: 5 cm

Aphanius anatoliae transgrediens - Aphanius (Gaillard, 1895) chantrei Localisation: source près du village Sandaremek, quatre kilomètres à l'ouest d’Everek, région des marais au sud de Kaiseri, système de la moyenne et basse Kizilirmak, près de l'embouchure de la rivière dans la mer Noire, Taille: 7cm

Aphanius chantrei

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- Aphanius (Sozer, 1942) asquamatus Localisation: Lac Golcuk Taille: 5 cm

Aphanius asquamatus Aphanius mento (Heckel,1843) Localisation: est endémique de l'Asie : l'Iran, l'Irak, la Syrie, la Jordanie, le Liban et la Turquie. Taille: 5 cm pour les mâles, 8 pour les femelles. Ph:6,2 à 6,6 T°: 10 à 25° Ecologie: un omnivore à l'agressivité intra spécifique assez prononcée, il vit en eau peu profonde. ( WILDEKAMP R,1999) Aphanius mento

Aphanius Taille: 5cm danfordii

Aphanius danfordii: Aphanius sihrani Localité: Jordanie (Azraq Wetland Reserve ) Taille: 5 cm

Aphanius sihrani Aphanius sophiae (Heckel, 1849) Localité: Iran (persepolis), Iraq. Taille:5cm Ph: 6-7 T°: 20 à 30° Ecologie c'est un omnivore, se reproduisant parmi la végétation. Aphanius sophiae Aphanius baeticus Localisation: rivière Salado Conil (Espagne), Lucio del Hondón (Espagne),

Aphanius baeticus Aphanius (Coad 1988) vladykovi Iranian Aphanius vladykovi est une espèce rare Localité: Iran Taille: 5,8 cm pour les mâles, 7,6 pour les femelles Ph:6,4-7 T°:22 à 29° Ecologie: C'est un poisson, omnivore/carnivore, qui vit en eau boueuse, à environ 4 cm de profondeur, parmi la Aphanius vladykovi végétation. Aphanius dispar (Rüppel, 1829): (Male & Femelle, Jirdab Bahrein) dispar : Localité: Iraq, endémique de l'Océan Indien. Aphanius dispar est localisé au Sud de la Somalie, dans l'Oasis Siwa, en Egypte. On le rencontre également dans la Mer Morte, la Mer Rouge.

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Taille:7 cm Ph: incroyablement étendue! T°:16-26° Ecologie: il est omnivore/carnivore, se reproduit parmi les racines des plantes flottantes, Pistia, Echornia, et peut vivre en eau douce, saumâtre, de mer ou hyper saline. Aphanius dispar (Boulenger, 1907) richardsoni

Taille:7 cm

Aphanius dispar richardsoni (Holly, 1929): (Voir figure 27) Localisation: endémique de l'Iran Province de l'Hormuzgan-iran, nord du port de Bandar abbas, Taille:7 cm Température: 41°! Ph: 6,5 à 7 Aphanius Ecologie: il vit principalement dans une source chaude, ginaonis jusqu'à 41°

Aphanius ginaonis Aphanius Localisation: Iran, cours inférieur de la rivière Zayanadeh isfahanensis Taille: 3-4 cm Température: 27° Paramètres: eau saumâtre, (Jenkis,) Localisation: bassin du lac Maharlu, dans la vallée de Aphanius Shiraz à une altitude de 1460 m.sud de l'Iran persicus

Aphanius persicus - Aphanius (Getahun and Lazara, 2001): stiassnyae : Biotope d’A.stiassnyae Localisation: lac Afdera, Ethiopie

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Annexe II : Résultats des mesures morphométriques

Tableau 1-Mensurations morphologiques pour les individus issus des zones humides d’Adrar

Sexe Lpo Lt Lprd Lprv Lpra Ls LT Hmax Lpa Hnc Lnn Lnc Doe Individu 1 M 2 5,8 13,1 10,8 / 22 27,5 6 / 4 / 5,5 1,6 Individu 2 F 1,6 5,6 12 8,9 11,5 21,4 26,1 5,1 9 3 1,1 4,5 1,2 Individu 3 M 1,1 3,5 11,6 6 / 20 24 ,7 5 / 3 / 4,7 1 Individu 4 F 1 5,6 13 8 12,1 26,1 30,1 5,5 10 3,8 4 4 1,4 Individu 5 F 1 5,2 12,7 10 13 22,2 26 6 7,2 3,4 1,9 3,8 1,2 Individu 6 M 1,1 5 12,6 10,7 / 21,1 27,1 6 / 3,9 / 6 1,8 Individu 7 F 1,9 6 14 7,6 10,5 22,5 26,5 6 8,5 3,9 1,9 4 1,1 Individu 8 F 2,5 8,7 25,1 17 22,9 41,1 49,1 9,5 14 5,5 3 8 3 Individu 9 M 2,1 4,5 12 11,5 / 23 27 6 / 3,1 / 4 0,9 Individu 10 F 3 6 18,5 11,1 13,4 30 36,1 7,5 10 4 1,5 6,1 1,9 Individu 11 M 1,4 6,5 16,9 15 / 30 36,1 6,4 / 3,6 / 6,1 2 Individu 12 M 1 3 13 8,5 / 23 27 5 / 3,5 / 4 1,1 Individu 13 F 2,5 5 20 13 17 32 38,5 7 11,5 4 2,5 6,5 2 Individu 14 F 2 5 16,9 10 14 26,4 31,5 7 10,8 4 2,1 5,1 1 Individu 15 F 1,9 5 18 11,1 15 28 32 7 9 4 2 4 2 Individu 16 M 2 3,4 13,5 10,9 / 22,8 27,5 5,5 / 3,1 / 5 1,1 Individu 17 M 2,1 5,2 14,5 11 / 24,5 29,6 5,4 / 3,8 / 5,1 1,1 Individu 18 M 1,8 5 14 9 / 24,1 29,6 5,8 / 4,1 / 5 1,5 Individu 19 M 2 6,1 14,8 12 / 24 30 6 / 3,5 / 6 1,9 Individu 20 F 2 5,5 15,5 11 13 25 31 7 8,5 4,5 1,9 6 1,8 Individu 21 M 2,2 5,4 15,1 11,2 / 24 29,9 5,9 / 4 / 5,9 2 Individu 22 M 1,5 5 14 10 / 25 30,6 6,2 / 4 / 5,6 2

Tableau 2 -Mensurations morphologiques pour individus issues des zones de Timimoun

Sexe Lpo Lt Lprd Lprv Lpra Ls LT Hmax Lpa Hnc Lnn Lnc Doe Individu 1 F 2,1 7 23 13,2 18 31,9 38,4 10 10,1 6 1 6,5 2,4 Individu 2 F 2,4 8,3 19,5 12,9 17,2 32,1 40,1 11 10 5 0,8 8 2,2 Individu 3 F 2,1 6 16,8 12 16 28 34,1 8 9,2 3,9 0,2 6,1 2,5 Individu 4 F 2,5 5,8 17 11 15,1 25,5 32,5 6,8 8 3,1 0,3 7 2,3 Individu 5 F 1,1 5 15,4 11,7 15 26 32,1 6,1 5,8 3,9 0,2 6,1 1,8 Individu 6 M 1 5,2 16,1 11,5 / 25,9 33 7,1 / 4 / 7,1 2 Individu 7 M 0,9 5 12,5 7,2 / 19,1 25,2 6 / 3 / 6,1 1 Individu 8 F 1,5 5 13,8 4,9 9,9 22,2 27,1 6,5 7,9 4 1 4,9 1,5 Individu 9 F 1,5 5 12 6 11,1 21,1 24,9 5 7,4 3,2 1,1 3,8 2 Individu 10 M 1,1 3,2 11,8 6,8 / 21,6 26,8 4,8 / 3 / 4,2 1,4 Individu 11 M 1,8 5,8 9,4 9,2 / 25,4 32 ,2 6 / 3,8 / 6,8 1,5 Individu 12 M 1,5 5 11,1 7,1 / 21 25,8 5 / 3,1 / 4,8 2

111

Tableau 3 - Mensuration morphologiques pour les individus issus d’Elhamma

Sexe Lpo Lt Lprd Lprv Lpra Ls LT Hmax Lpa Hnc Lnn Lnc Doe Individu 1 F 1,2 4,1 10,1 5,6 7,8 16 19,8 4,9 4,1 1,3 1,3 3,8 2 Individu 2 M 0,5 4,5 11,5 8 / 21,2 25,1 5 / 3,9 / 3,9 1,8 Individu 3 F 0,7 3,8 9,9 8,9 12,5 17 21,1 4,1 3 3,5 1,1 4,1 16 Individu 4 M 1,3 3,9 12,7 8,1 / 20,5 25,5 4,5 / 3,1 / 5 1 Individu 5 F 2,1 5,9 14,2 11 14,3 22,1 26,1 6 4 ,5 4 1,7 4 1,5 Individu 6 M 1,2 5 13,1 7,2 / 21,5 25,6 5,8 / 3,1 / 4,1 1,1 Individu 7 M 1,4 3,5 11,5 8,2 / 18,5 22,2 4 / 2,1 / 3,8 0,8 Individu 8 M 0,8 4,5 11 10 / 20,7 23,8 5 / 2,3 / 3,1 1,1 Individu 9 M 1,8 4,5 12,5 7,4 / 21,1 26,1 4,2 / 2,5 / 5 1,2 Individu 10 F 0,9 2,5 11,5 9,4 12 19 21,1 4,1 4,8 2,4 0,7 2,1 0,6 Individu 11 M 2 3,8 12 9,2 / 20,9 24,8 4,5 / 2,9 / 3,9 1,3 Individu 12 M 1,5 3,2 9,8 7 / 16,6 19,6 4,6 / 2,4 / 3 0,6 Individu 13 M 0,6 3,4 11,8 8,5 / 19,2 22,2 5,1 / 2,1 / 3 1 Individu 14 F 1,9 6,5 18,4 11 14,1 28,2 34,4 7 10 3,6 1,9 6,2 2,5 Individu 15 F 1,6 4,1 12,2 8 15,8 22,7 27,2 6,2 4,9 2,8 3,6 4,5 1,9 Individu 16 F 1 4 10,5 8,1 12,1 17,7 22,2 4,1 3,7 2,1 3,2 4,5 1,5 Individu 17 F 1,1 3,8 7,8 6,9 10,2 19,8 24,5 4,5 6 2,5 3 4,7 1,5 Individu 18 M 0,5 2,5 8,5 7 / 19 21,8 4 / 3 / 2,8 1,5 Individu 19 F 0,9 3,2 13,5 9 12 21,8 24,9 5 7 2,7 0,7 3,1 1 Individu 20 M 1 3,8 10,5 8 / 20 21,8 5 / 3 / 1,8 0,9 Individu 21 M 1,1 2,5 10 6,4 / 16,2 20,2 4 / 2 / 4 0,7 Individu 22 M 0,8 4,8 13 8 / 21,9 23,9 4,7 / 3,5 / 2 1 Individu 23 F 1,5 3,2 12,9 7 11,5 21 23 5,6 9 3 1,1 2 1,1 Individu 24 M 1,5 3 12,8 11,5 / 19,8 22,5 5 / 2,9 / 2,7 1,4 Individu 25 M 0,8 2,5 10 7 / 18 21 4,5 / 1,5 / 3 1

Tableau 4 - Mensurations morphologiques pour les individus issu du lac de Réghaia

Sexe Lpo Lt Lprd Lprv Lpra Ls LT Hmax Lpa Hnc Lnn Lnc Doe Individu 1 M 2 6 9,6 9,4 / 25,6 32,6 6,4 / 4 / 7 1,7 Individu 2 F 2,5 5,5 17,4 10,5 14,5 26,9 32,5 7,5 11,3 4,5 2,6 5,6 1,5 Individu 3 M 1,5 4,1 13 8,5 / 21 26,7 4,7 / 3,4 / 5,7 1,3 Individu 4 M 1,2 5,2 12,8 10,9 / 21,3 27,4 6,1 / 4 / 6,1 1,9 Individu 5 M 0,9 3,7 12,1 8,7 / 20,1 23,5 5,4 / 2,5 / 3,4 1,4 Individu 6 F 1,6 5,5 15,9 12,2 14,5 26,5 33,1 6,6 6,3 4,3 0,7 6,6 2,1 Individu 7 M 1,1 4,8 11,3 10,3 / 20,9 24,3 5,3 / 2,6 / 3,4 1,3 Individu 8 M 1,1 3,5 11,6 6 / 20 24,7 5 / 3 / 4,7 1 Individu 9 F 1,6 4,6 11,1 8,7 14,7 18,3 23,4 4,7 2,3 2,7 3,8 5,1 2,1 Individu 10 M 1,8 5 14 9 / 24,1 29,1 5,8 / 4,1 / 5 1,5 Individu 11 F 2 8 19,1 12,4 15,5 32 39,7 10,7 4,8 4,6 0,7 7,7 2 Individu 12 M 1,5 3,3 11,5 8,8 / 20,4 23,8 4 / 2,4 / 3,4 0,6

112

Individu 13 F 1,5 5 12 6 9,5 21,1 24,9 5 7,4 3,2 1,1 3,8 2 Individu 14 M 2,6 5,8 15,6 11,7 / 24,5 30,6 6,4 / 4,5 / 6,1 2 Individu 15 M 1 6,1 16 14,5 / 29,5 35,2 6,1 / 4 / 5,7 1,4 Individu 16 M 1,4 5,2 13,3 7,4 / 21,9 26,3 5,9 / 3,3 / 4,4 1,3

113

Annexe III : Tableaux mettant en évidence un exemple pour le calcul des paramètres morphologiques concernant le genre Gambusia (issues des zones humides d’Adrar)

Log Log Log Log Log Log Log Log Log Log Log Log Log Lpo Lt Lprd Lprv Lpra Ls LT Hmax Lpa Hnc Lnn Lnc Doe Individu 1 0,20 0,75 1,08 0,95 1,06 1,33 1,42 0,71 0,95 0,48 0,04 0,65 0,08 Individu 2 0,00 0,75 1,11 0,90 1,08 1,42 1,48 0,74 1,00 0,58 0,60 0,60 0,15 Individu 3 0,00 0,72 1,10 1,00 1,11 1,35 1,41 0,78 0,86 0,53 0,28 0,58 0,08 Individu 4 0,28 0,78 1,15 0,88 1,02 1,35 1,42 0,78 0,93 0,59 0,28 0,60 0,04 Individu 5 0,40 0,94 1,40 1,23 1,36 1,61 1,69 0,98 1,15 0,74 0,48 0,90 0,48 Individu 6 0,48 0,78 1,27 1,05 1,13 1,48 1,56 0,88 1,00 0,60 0,18 0,79 0,28 Individu 7 0,40 0,70 1,30 1,11 1,23 1,51 1,59 0,85 1,06 0,60 0,40 0,81 0,30 Individu 8 0,30 0,70 1,23 1,00 1,15 1,42 1,50 0,85 1,03 0,60 0,32 0,71 0,00 Individu 9 0,28 0,70 1,26 1,05 1,18 1,45 1,51 0,85 0,95 0,60 0,30 0,60 0,30 Individu 10 0,30 0,74 1,19 1,04 1,11 1,40 1,49 0,85 0,93 0,65 0,28 0,78 0,26 1- Femelles:

Log Lpo Log Lt Log Lprd Log Lprv Log Lpra Log LT Log Hmax Log Lpa Log Hnc Log Lnn Log Lnc Log Doe

B 1,127 0,478 1,119 1,032 1,043 1,015 0,778 0,834 0,646 0,925 1,042 1,518

fig 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12

Fig 1 Fig 2

Fig 3 Fig 4

114

Fig 5 Fig 6

Fig: 7 Fig 8:

Fig 9 Fig10

Fig.11 Fig 12

115

Annexe IV : La nouvelle matrice de données transformées

Tableau 1 - Données transformées pour les populations Mâles

individus Mt (Lpo) Mt (Lt) Mt (Lprd) Mt (Lprv) Mt (LT) Mt (Hmax) Mt (Hnc) Mt (Lnc) Mt (Doe) 1 1,99 5,76 13,03 10,71 27,36 5,86 3,99 5,48 1,59 2 1,17 3,94 12,61 6,91 26,81 7,34 3,09 4,92 1,13 3 1,13 5,24 13,03 11,33 28,01 7,01 3,95 6,11 1,89 4 2,03 4,22 11,46 10,63 25,8 4,85 3,05 3,9 0,84 5 1,14 4,3 12,62 9,12 27,06 9,46 3,25 5,18 1,28 6 0,97 2,81 12,41 7,86 25,8 4,04 3,44 3,9 1,03 7 1,95 3,22 12,99 10,21 26,49 4,61 3,06 4,89 1,04 8 1,95 4,49 13,06 9,2 26,7 3,33 3,66 4,81 0,94 9 1,69 4,41 12,8 7,73 27,1 3,84 3,97 4,76 1,31 10 1,88 5,41 13,59 10,37 27,57 4,04 3,4 5,72 1,67 11 2,07 4,79 13,86 9,68 27,48 3,98 3,88 5,63 1,76 12

1,37 4,2 12,37 8,11 27,09 3,51 3,83 5,23 1,66 Zone Zone d'Adrar humide région de la 13 0,86 4,69 15,66 8,96 28,08 6,35 3,38 6,03 1,6 14 1,01 5,43 12,78 8,81 28,7 6,56 3,44 6,96 1,2 15 1,11 3,23 11,82 6,93 27,13 4,84 3,04 4,25 1,42

1,58 5,3 9,17 7,38 27,91 5,44 3,27 5,89 1,23 humide humide de la région de 17

1,55 5,13 11,17 7,55 26,83 5,14 3,23 4,99 2,11

Zone Timimoun 18 0,5 4,81 11,84 8,19 25,81 5,09 4,13 3,91 1,92 19 1,28 4,47 13,49 8,5 27 4,67 3,49 5,02 1,14 20 1,2 5,19 13,32 7,29 26 5,86 3,2 4,1 1,14 21 1,35 4,99 13,44 9,29 25,73 4,4 2,84 3,83 1,13 22 0,79 5,06 11,58 10,42 24,99 5,16 2,54 3,11 1,23 23 1,79 4,86 12,93 7,6 26,95 4,29 2,67 5,01 1,29 24 1,98 4,19 12,52 9,52 25,82 4,62 3,15 3,91 1,43 25

1,42 5,73 12,67 8,59 24,99 5,38 3,95 3,04 1,06

26 0,58 4,48 13,32 9,36 24,91 5,49 2,66 3,02 1,31 27 0,49 3,37 9,69 7,77 24,68 4,33 3,87 2,82 2,01 28 0,98 4,59 11,41 8,55 23,59 5,26 3,53 1,81 1,08 29 1,03 4,71 13,22 8 26,32 4,75 3,44 4,06 1,31 30 0,8 4,79 12,99 7,99 23,88 4,7 3,49 2 1 31 1,47 3,7 14,05 12,38 24,57 5,29 3,47 2,71 1,72 32

0,77 3,77 11,99 8,09 24,94 5,03 2,13 3,03 1,5 zone humide du bassin anglais d'Elhamma zone du anglais humide bassin 33 1,77 4,78 8,82 7,65 27,67 5,69 3,24 5,72 1,41 34

zone zone

humide humide Réghaia

du du lac de 1,55 4,35 13,29 8,97 27,87 4,85 3,59 6,01 1,36

116

35 1,23 5,41 12,99 11,29 28,18 6,22 4,15 6,32 1,96 36 0,96 4,18 12,66 9,72 25,68 5,76 2,8 3,79 1,55 37 1,14 5,13 11,58 10,94 25,49 5,49 2,76 3,61 1,37 38 1,18 3,99 12,17 6,75 27,13 5,35 3,38 5,28 1,11 39 1,67 4,35 13,29 7,93 26,31 5,39 3,6 4,41 1,34 40 1,58 3,65 11,94 9,65 25,61 4,22 2,64 3,72 0,65 41 2,38 4,92 14,68 10,09 27,19 5,88 3,87 5,27 1,75 42 0,79 3,96 13,63 9,8 25,77 4,87 2,68 3,88 0,99 43 1,4 5,19 13,29 7,39 26,27 5,9 3,3 4,39 1,3

Tableau 2 - Données transformées pour les populations femelles

individus Mt Mt Mt Mt Mt Mt Mt Mt Mt Mt Mt Mt (Lpo) (Lt) (Lprd) (Lprv) (Lpra) (LT) (Hmax) (Lpa) (Hnc) (Lnn) (Lnc) (Doe) 1 1,88 6 14,11 10,34 13,38 30,24 5,71 10,16 3,29 1,26 5,23 1,5

2 0,94 5,46 12,24 7,57 11,44 28,51 5,28 9,56 3,67 3,81 3,78 1,29 3 1,13 5,48 14,34 11,18 14,56 29,02 6,53 7,88 3,65 2,1 4,25 1,41 4 2,11 6,28 15,57 8,38 11,59 29,18 6,46 9,2 4,15 2,07 4,42 1,27 5 1,41 6,83 14,22 10,07 13,49 29,33 6,4 9,17 3,96 1,88 4,71 1,39 6 2,41 5,47 14,91 9,1 10,96 29,68 6,46 8,51 3,53 1,26 4,99 1,42 7 1,87 4,42 15 9,97 13 29,65 5,73 9,28 3,39 1,97 4,97 1,35 8 1,86 4,85 15,72 9,35 13,08 29,49 6,66 10,23 3,84 1,98 4,77 0,91

Zonerégion d'Adrar la de humide 9 1,65 4,71 15,67 9,77 13,18 28,22 6,36 8,12 3,69 1,78 3,52 1,66 10 1,98 5,47 15,32 10,88 12,86 30,67 6,94 8,43 4,47 1,88 5,93 1,77 11 1,62 5,35 16,74 7,61 12,99 29,42 6,65 8,33 4,51 0,86 4,69 2 12 1,84 6,3 14,09 7,33 12,32 30,52 7,25 8,21 3,74 0,68 5,73 1,83

13 1,85 5,26 14,39 9,17 13,65 29,95 6,56 8,38 3,4 0,19 5,2 2,29 14 2,42 5,62 16,37 10,3 14,53 31,49 6,48 7,82 3 0,29 6,73 2,25

timimoun 15 1,05 4,74 14,47 10,5 14,07 30,47 5,63 5,59 3,69 0,19 5,72 1,74 16 1,68 5,61 15,8 6,2 11,37 30,36 7,73 8,58 4,52 1,07 5,63 1,62

Zone région de la de humide 17 1,77 5,92 14,64 8,47 13,61 29,42 6,45 8,35 3,82 1,21 4,66 2,24 p 2,27 5,92 16,42 7,89 11,03 29,66 7,46 8,92 2,24 1,67 4,91 3,23 19 1,21 5,21 15,04 11,95 16,84 29,88 5,89 5,86 5,59 1,36 5,11 24,17 20 2,48 6,49 16,1 12,02 15,64 28,98 6,69 5,5 4,61 1,81 4,27 1,7 21 1,32 3,12 15,44 11,57 14,8 26,95 5,29 7,69 3,34 0,81 2,45 0,8 22 1,57 5,82 15,9 9,92 12,71 30,47 6,17 7,92 3,06 1,76 5,74 2,16 23 1,81 4,41 13,43 8,56 16,92 29,46 6,74 5,71 3,12 3,78 4,73 2,09 24 1,63 5,3 15,25 10,54 15,79 30,28 5,66 6,72 3,19 3,87 5,48 2,17 25 1,52 4,58 10 8,22 12,17 30,12 5,58 8,93 3,3 3,41 5,36 1,92 26 1,08 3,56 15,55 9,94 13,27 28 5,65 8,77 3,16 0,75 3,34 1,15 zone humide du bassin anglais d'Elhamma zonebassin du humide anglais 27 1,91 3,67 15,49 7,96 13,1 26,77 6,56 12,05 3,68 1,21 2,2 1,32

de de de

du du

lac lac aia

zone zone 2,38 5,12 15,93 9,65 14,03 29,94 6,64 10,14 4,12 3,14 5,17 1,52

humi Régh

117

29 1,54 5,18 14,79 11,39 14,11 30,94 5,97 5,76 4 0,82 6,18 2,13 30 1,9 5,96 15,25 11,78 16,56 31,46 7,28 3,4 3,7 1,92 6,78 1,98 31 1,73 6,41 14,56 9,58 14 30,84 7,36 3,44 3,52 1,25 6,04 2,1 32 1,64 5,73 14,19 7,04 10,12 29,11 6,3 9,1 3,78 0,77 4,42 1,94

118

Annexe V: Le calcul du coefficient de variation

Tableaux des données transformées mâles Zone humide de la région d'Adrar Mt Mt Mt Mt Mt Mt Mt Mt Mt (Doe) ∑ (Lpo) (Lt) (Lprd) (Lprv) (LT) (Hmax) (Hnc) (Lnc) variance 0,178 0,723 0,378 1,973 0,450 3,570 0,141 0,452 0,127 7,991 moyenne 1,612 4,399 12,819 9,322 26,939 5,156 3,548 5,044 1,345 70,183 moyenne² 2,597 19,353 164,331 86,893 725,71 26,583 12,585 25,444 1,809 1065,31 9 3 var/moy² 0,0075 √(var/moy2 0,0866 ) CVPt 8,661 Zone humide de la région de Timimoune Mt Mt Mt Mt Mt Mt Mt Mt (Lpo) (Lt) (Lprd) (Lprv) (LT) (Hmax) (Hnc) (Lnc) Mt (Doe) ∑ variance 0,106 0,806 5,666 0,821 0,566 0,569 0,024 1,078 0,138 9,773 moyenne 1,222 4,756 12,12 7,926 27,73 5,666 3,272 5,624 1,512 69,828 moyenne 1079,50 ² 1,493 22,619 146,894 62,821 768,952 32,103 10,705 31,629 2,286 7 var/moy² 0,009 √(var/moy2 ) 0,095

CVPt 9,515 zone humide d’El Hamma male transformé Mt (Lpo) Mt (Lt) Mt (Lprd) Mt (Lprv) Mt (LT) Mt (Hmax) Mt (Hnc) Mt (Lnc) Mt (Doe) ∑ variance 0,208 0,382 1,225 1,689 1,011 0,214 0,325 0,902 0,097 6,055 moyenne 1,095 4,581 12,564 8,769 25,345 4,955 3,237 3,425 1,351 65,323 moyenne² 0,593 14,213 143,760 65,448 622,004 25,301 4,537 9,181 2,250 887,286 var/moy² 0,0068

√(var/moy2) 0,0826

CVPt 8,2606

zone humide du lac den Réghaia

Mt Mt Mt Mt Mt Mt Mt Mt (Lpo) (Lt) (Lprd) (Lprv) (LT) (Hmax) (Hnc) (Lnc) Mt (Doe) ∑ variance 0,193 0,336 2,291 2,227 0,979 0,335 0,259 0,983 0,126 7,729 moyenne 1,423 4,537 12,576 9,107 26,652 5,420 3,274 4,764 1,345 69,097 moyenne 1038,63 ² 2,024 20,587 158,165 82,942 710,319 29,376 10,717 22,692 1,808 1 var/moy² 0,007 √(var/moy2 ) 0,086

CVPt 8,626

119

Tableaux des données transformées femelles

Zone humide de la région d'Adrar

Mt Mt Mt Mt Mt Mt Mt Mt Mt Mt Mt Mt (Lpo) (Lt) (Lprd) (Lprv) (Lpra) (LT) (Hmax) (Lpa) (Hnc) (Lnn) (Lnc) (Doe) ∑ variance 0,202 0,538 1,113 1,217 1,206 0,539 0,261 0,654 0,126 0,496 0,495 0,054 6,9019 moyenne 1,724 5,497 14,710 9,661 12,754 29,399 6,253 9,054 3,764 1,999 4,657 1,397 100,8 moyenne² 2,972 30,21 216,384 93,335 162,665 864,30 39,100 81,975 14,168 3,996 21,688 1,952 1532,7 var/moy ² 0,0045 √(var/m oy2) 0,0671

CVPt 6,7104

Zone humide de la région de timimoun Mt Mt Mt Mt Mt Mt Mt Mt Mt Mt Mt (Lpo) (Lt) (Lprd) (Lprv) (Lpra) (LT) (Hmax) (Lpa) (Hnc) (Lnn) (Lnc) Mt (Doe) ∑ variance 0,163 0,248 1,139 2,523 1,177 0,523 0,440 1,086 0,306 0,181 0,513 0,074 8,374 Moyenne 30,23 100,97 1,747 5,543 15,214 8,511 13,220 3 6,679 7,894 3,811 0,641 5,480 1,996 0 moyenne² 30,72 231,47 174,76 914,0 1582,3 3,053 3 4 72,444 8 26 44,603 62,320 14,527 0,411 30,030 3,983 63 var/moy² 0,005 √(var/mo y2) 0,073

CVPt 7,275

Zone humide du bassin anglais d'El Hamma Mt Mt Mt Mt Mt Mt Mt Mt Mt Mt Mt (Lpo) (Lt) (Lprd) (Lprv) (Lpra) (LT) (Hmax) (Lpa) (Hnc) (Lnn) (Lnc) Mt (Doe) ∑ variance 0,201 1,267 3,568 2,700 4,199 1,847 0,460 4,017 0,870 1,428 1,614 50,324 72,493 Moyenne 29,05 102,46 1,680 4,808 14,862 9,857 14,227 7 6,169 7,807 3,529 2,043 4,359 4,071 9 moyenne² 23,11 220,87 202,40 844,3 1541,9 2,822 7 9 97,160 8 09 38,057 60,949 12,454 4,174 19,001 16,573 03 var/moy² 0,047 √(var/mo y2) 0,217

CVPt 21,683

zone humide du lac de Réghaia Mt Mt Mt Mt Mt Mt Mt Mt Mt Mt Mt (Lpo) (Lt) (Lprd) (Lprv) (Lpra) (LT) (Hmax) (Lpa) (Hnc) (Lnn) (Lnc) Mt (Doe) ∑ variance 0,109 0,294 0,451 3,525 5,336 0,867 0,367 9,861 0,057 0,973 0,858 0,060 22,758 moyenne 30,45 102,70 1,838 5,680 14,944 9,888 13,764 8 6,710 6,368 3,824 1,580 5,718 1,934 6 moyenne 32,26 927,6 1613,0 ² 3,378 2 223,323 97,773 189,448 90 45,024 40,551 14,623 2,496 32,696 3,740 05 var/moy² 0,014 √(var/mo y2) 0,119

CVPt 11,878

120

Tableaux représentant les mensurations morphométriques brutes mâles

Les mensurations brutes d’Adrar

Lpo Lt Lprd Lprv Ls LT Hmax Hnc Lnc Doe somme écartype 0,446 1,093 1,464 2,158 2,476 2,662 8,869 0,396 0,740 0,437 20,742 moyenne 1,692 4,867 13,758 10,550 23,625 29,264 8,267 3,633 5,242 1,500 102,397 cv 0,203 cvp 20,256

Zone humide de la région de Timimoun

Lpo Lt Lprd Lprv Ls LT Hmax Hnc Lnc Doe somme ecartype 0,378 0,974 2,475 1,996 2,939 3,594 0,923 0,482 1,259 0,427 15,446 moyenne 1,260 4,840 12,180 8,360 22,600 27,700 5,780 3,380 5,800 1,580 93,480 cv 0,165 cvp 16,523

Zone humide du bassin anglais d'El Hamma

Lpo Lt Lprd Lprv Ls LT Hmax Hnc Lnc Doe Somme ecartype 0,463 0,848 1,381 1,320 1,740 2,061 0,504 0,632 0,948 0,313 10,210 moyenne 1,120 3,693 11,380 8,100 19,673 23,073 4,660 2,687 3,407 1,093 78,887 cv 0,129 cvp 12,942 Zone humide du lac de Réghaia

Lpo Lt Lprd Lprv Ls LT Hmax Hnc Lnc Doe somme ecartype 0,507 1,006 1,895 2,268 2,965 3,835 0,758 0,748 1,246 0,392 15,621 moyenne 1,464 4,791 12,800 9,564 22,664 27,655 5,555 3,380 4,991 1,400 94,262 cv 0,166 cvp 16,572

Tableaux représentant les mensurations morphométriques brutes femelles

Les mensurations brutes femelles: Adrar

Lpo Lt Lprd Lprv Lpra Ls LT Hmax Lpa Hnc Lnn Lnc Doe SOMME ecartype 0,636 1,102 4,038 2,717 3,674 5,882 7,092 1,238 1,915 0,659 0,816 1,405 0,610 31,784 moyenne 1,940 5,760 16,570 10,770 14,478 27,470 32,690 6,760 9,850 4,010 2,190 5,200 1,660 139,348 CV 0,228

cvp 22,809

121

Zone humide de la région de Timimoun

Lpo Lt Lprd Lprv Lpra Ls LT Hma Lpa Hnc Lnn Lnc Doe SOMM x E ecartype 0,52 1,24 1,54 1,02 0,40 1,37 0,35 4 7 3,646 3,370 3,028 4,309 5,505 2,173 0 4 8 2 6 28,503 moyenn 1,88 6,01 16,78 10,24 14,61 26,68 32,74 8,34 4,15 0,65 6,05 2,10 e 6 4 6 3 4 6 3 7,629 3 7 7 7 0 137,914 CV 0,207

Cvp 20,667

Zone humide du bassin anglais d'Elhamma

Lpo Lt Lprd Lprv Lpra Ls LT Hmax Lpa Hnc Lnn Lnc Doe SOMME

ecartype 0,465 1,219 2,924 1,743 2,236 3,523 4,226 1,015 2,406 0,789 1,070 1,256 4,614 27,486 moyenne 1,290 4,110 12,100 8,490 12,230 20,530 24,430 5,150 5,833 2,790 1,830 3,900 2,960 105,643 CV 0,260

cvp 26,017

Zone humide du lac de Réghaia

Lpo Lt Lprd Lprv Lpra Ls LT Hmax Lpa Hnc Lnn Lnc Doe SOMME

ecartype 0,416 1,329 3,447 2,671 2,406 5,361 6,651 2,416 3,331 0,856 1,374 1,481 0,251 31,989 moyenne 1,840 5,720 15,100 9,960 13,740 24,960 30,720 6,900 6,420 3,860 1,780 5,760 1,940 128,700 CV 0,249

Cvp 24,856

122

Annexe VI : Préparation des solutions utilisées en caryologie pour le dénombrement chromosomique

Préparation des solutions : - Milieu de culture cellulaire RPMI-10% SVF -Milieu RPMI 1640 + 20 mM HEPES – L.Glutamine (Gibco Réf : 22409-031 lot : 305511). -Sérum de veau foetal (Gibco Réf : 15160-047 lot : 3086587) : 10% -L-Glutamine 200 mM (Sigma) : 1% -Pénicilline et Streptomycine (Sigma) : 1% -Fungizone (Sigma): 1% - Solution PBS- (Dulbecco’s phosphate buffered saline) sans Ca2+ et sans Mg2+ : - NaCl (137 mM): 8 g - KCl (5.4 mM): 0.2 g

- Na2HPO412H2O (8 mM): 2.89 g - KH2PO4 (1.47 mM): 0.2 g - Eau distillée qsp 1 litre.

La solution finale (pH = 7.2) est autoclavée et conservée à +4°C. - Trypsine à 0.05% : Dissoudre 0.05g de trypsine (Sigma) en poudre dans 100 ml de PBS puis filtrer avec un filtre de 0.45μm. - Solution thymidine 1X (10 mg/ml): dissoudre 100 mg de Thymidine (Sigma) dans 10 ml de milieu RPMI. Filtrer la solution en utilisant le filtre 0.22 μm. - Solution BSS+ (Hank’s balanced Salt solution) avec Ca2+ composée de : NaCl (137 mM): 8 g KCl (5,4 mM) :0.4g

MgSO4-7H2O (0.81 mM): 0.2 g Na2HPO4-12H2O (0.33 mM) : 0.12 g KH2PO4 (0,44 mM): 0.06 g Eau distillée qsp 1 litre La solution ainsi préparée est autoclavée, ensuite sont rajoutés stérilement (filtre 0.45 μm) 6ml d’une solution de NaHCO3 à 5.6% et 2 ml d’une solution de CaCl2 (1M). Le pH de la solution finale est de 7.2 - 7.7. - Trypsine à 1% : Dissoudre 1g de trypsine (Sigma) en poudre dans 100 ml de PBS- puis filtrer avec un filtre de 0.45μm. - Solution de colchicine 1X : Solution de stockage 10X (40 μg/ml) : dissoudre 0.4 mg de colchicine (Sigma) dans 10 ml de solution PBS-. Conserver en fraction de 1 ml à -20°C.

123

Solution de travail 1X (4 μg/ml) : diluer 1 ml de la solution 10X dans 9 ml de solution PBS- et conserver en fraction de 1 ml à -20°C. - Solution hypotonique (pour culture primaire) à raison de 1/6 SVF (Eurobio) et 5/6 d’eau Distillée ou KCL (0.075 M) : Une quantité de 5.6 g de KCl est dissoute dans 1 litre d’eau distillée. - Fixateur: pour la préparation de 100 ml de fixateur, on mélange 75 ml de méthanol et 25 ml d’acide acétique. - Solution de coloration de Giemsa 6%: pour un volume de 25 ml, mélanger 1.5 ml de colorant Giemsa : (Sigma Aldrich) avec 23.5 ml de tampon phosphate. - Tampon phosphate: - Na2HPO4 12 H2O: 2.9 g. - KH2PO4 : 0.2 g. NaCl : 8 g. KCl : 0.2 g.

H2O qsp 1 litre.

Le pH final du tampon est ajusté à 7,15 en ajoutant progressivement un certain volume d’une solution de HCl (1N).

124

Annexe VII : Photographie du matériel utilisé pour les expériences de tolérance à la variation de salinité

Figure 1: Matériels utilisé lors de l’expérience : aquariums, cuillère, pipette, sel, une balance. (Originale, 2010)

Figure 2 : Différentes étapes pour l’expérience de variation de la concentration de salinité dans les aquariums

125

Annexe VIII : Quelques définitions génétiques pour l’expérience de simulation de populations virtuelles Sélection : C’est le processus intervenant lors de la reproduction dans lequel les êtres vivants appelés à se reproduire ne constituent pas un échantillon aléatoire de leur population d’origine. La sélection est classée en :

1 Sélection artificielle : Type de sélection orientée dont les objectifs sont définis et mis en œuvre dans des conditions expérimentales pour un sélectionneur. Elle fait généralement intervenir des croisements contrôlés au sein d’un groupe restreint de génotypes, en vue de modifier certaines caractéristiques génotypiques et phénotypiques de ce groupe.

2 Sélection naturelle : C’est un phénomène naturel résultant de ce que, dans des conditions données, certains individus ou espèces ayant une meilleure valeur adaptative survivent et se reproduisent mieux que d’autres. Elle s’effectue au sein d’une population, par une multiplication différentielle de génotype ayant des valeurs adaptatives.

La fitness => C’est la capacité que possède un individu à se reproduire et a générer un individu non stérile. F= 1- S Lorsque S=0  f =1 donc tout les individus sont viables Dans notre expérience le facteur de sélection étudié est la salinité. Chaque semaine le taux de salinité est élevé et donc le taux de sélection augmente, et la fitness diminue mais la fitness n’est pas calculée vu qu’une semaine reste une période relativement courte n’accordant pas le temps nécessaire pour qu’une génération se reproduise et aboutisse à une génération suivante.

F = AA  on suppose que A : est responsable de la resistance a la salinité Selection = 0  fitness A = 1

F = aa  fitness = 0  selection = 1

F = Aa  selection = 0,5 = fitness

126

Annexe IX: Les étapes mettant en évidence le régime alimentaire larvivore de Gambusia affinis. V.2.4.1.Test1 :

La gambusie se dirige vers la larve de moustique

Malgré la tentative de la larve de s’échapper, ainsi que l’abondance de la nourriture habituelle sous formes de paillettes. Les gambusies pourchassent la larve de moustiques comme principale source de nourriture

V.2.4.3.Test3 :

Un autre essai avec les mêmes conditions que le test précédent. c'est-à-dire une larve de moustique fut déposée prés de quelques gambusies

127

La réaction est immédiate, la gambusie la plus proche se dirige sur la larve afin de l’attraper

Malgré la grosseur de la larve, la gambusie tente de dévorer sa proie

Au bout d’un certain temps, la gambusie mange la larve de moustique

V.2.4.4.Test4 : Dans ce test, deux types de nourriture furent présentés aux gambusies simultanément.

C'est-à-dire : leur nourriture habituelle (sous forme de paillettes) en même temps que quelques larves de moustiques.

128

Les gambusies se sont précipitées sur les larves de moustiques en priorités

129

Abstract

The Aphanius and Gambusia kind are small fish belonging to the order Cyprinodontiformes. Both species feed primarily on mosquito larvae such as Diptera (Culicidae). The kind Aphanius has a great diversity of species all over the world. The IUCN (International Union for Conservation of Nature) has classified some of these species as threatened with extinction. In Algeria there are 4 species: Aphanius fasciatus, Aphanius Saourensis, Aphanius iberus and Aphanius apodus. Aphanius apodus is endemic to Algeria. On the basis of a survey made by persons invited by our laboratory of animal ecology (FBS- HBUST): this fish was not found in wetlands in the region of Batna, which proves that would probably have disappeared. The genus Gambusia was introduced in Algeria in 1921, to fight against the mosquito-borne diseases (such as malaria). And since this species has spread to various wetlands.

In order to contribute to the knowledge of the variability of this fish, several samples were collected in different habitats, namely: at the level of Réghaia Lake, whose water is considered heavily polluted, in the English pelvis of Elhamma experimental garden, where water is not polluted, and at the level of wetlands in Adrar and Timimoun region whose degree of salinity is high. The results that were obtained during this study confirm that the males Gambusia coefficient of variation in Timimoun region show a high level of polymorphism, which proves that they are well adapted to environmental conditions, also females Gambusia from Elhamma experimental garden, are also of great polymorphism due to adequate environmental conditions.

Karyological counting performed during this work showed that Gambusia affinis present in Algeria has a number of 48 chromosomes which is similar to Gambusia affinis come from Italy, while the same species in India has only 46 chromosomes. Tolerance experiments to extreme environmental conditions for salinity and temperature showed that the genus Gambusia resisted to the salinity between 0gr/l, 13gr/l during acute transfer so that it could resist after a progressive transfer withstand up to 17gr/l and could survive under a temperature between 11°C and 39°C. A simulation study showed that salinity could be considered as a selection factor for the genus Gambusia. Also a behavioral study of Gambusia affinis has allowed us to have an approach about the reproduction mode of this species that is dependent on environmental conditions with a temperature surrounding of 25 ° C and her diet since it eats mosquito larvae, eggs of other fish as well as its own fry.

Gambusia Aphanius Cyprinodontiformes Aphanius

Aphanius iberus Aphanius saourensis Aphanius faciatus Aphanius apodus

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