Camarón Gigante De Malasia Nombre Científico

Nombre Común: Camarón Gigante de Malasia

Nombre Científico: Macrobrachium rosenbergii, (De Man 1879)

Clasificación Taxonómica Clase: Malacostraca Orden: Decapoda Familia: Palaemonidae Género: Macrobrachium

1. Descripción.

Los machos pueden alcanzar una longitud total de 320 mm y las hembras 250 mm. Cuerpo usualmente verdoso a pardo grisáceo, algunas veces más azulado, más oscuro en los especímenes más grandes. Las antenas a menudo azules; quelípedos azules o naranjas; 14 somitos dentro del cefalotórax cubierto por un gran escudo dorsal (caparazón); caparazón liso y duro. Rostro largo, normalmente alcanzando más allá de la escama antenal, delgado y algo sigmoideo; la parte distal algo curvada hacia arriba; 11-14 dientes dorsales y 8-10 ventrales. El cefalon contiene ojos, anténulas, antenas, mandíbulas, maxílulas y maxilas. Ojos pedunculados, excepto en el primer estadio larval. El tórax contiene tres pares de maxilípedos, usados como piezas bucales y cinco pares de pereiópodos (patas verdaderas). Los dos primeros pares de pereiópodos quelados; cada par de quelípedos de igual tamaño. Los segundos quelípedos sostienen numerosas espínulas; robustos; delgados; pueden ser excesivamente largos; el dedo móvil cubierto con una pubescencia densa, aunque más bien corta. El abdomen tiene seis somitos, cada uno con un par de pleópodos ventrales (natatorios). Los pleópodos del sexto somito abdominal rígidos y duros, formando con el telson medio el abanico de la cola (urópodos) (FAO, 2013. En: Programa de información de especies acuáticas. Macrobrachium rosenbergii 2004-2013).

2. Estado de Importación de la Especie en Chile.

Especie exótica, que se encuentra dentro de la nomina de las especies hidrobiológicas vivas no transgénicas cuya importación ha sido autorizada para su cultivo o mantención en circuito controlado como animal de ornamento (Decreto Supremo D.S. N° 730/1995. Resolución Exenta N° 2568/2011). Para tramite de importar especie para consumo humano se debe seguir procedimiento de Reglamento de importación de especies hidrobiológicas, el cual puede obtener desde la web de la Subsecretaria de Pesca y Acuicultura.

3. Ciclo Biológico.

En el medio natural cuando los animales van a desovar, bajan con la corriente de los ríos hasta las desembocaduras próximas al mar y allí nacen las larvas, las cuales requieren de agua salada para sobrevivir (en un rango entre 12 y 17 partes por mil de salinidad). Luego, cuando disminuye la corriente en los ríos, las postlarvas y juveniles ascienden por el cauce de éstos y penetran en el agua dulce propiamente dicha para llegar a la madurez sexual (Rocha y Rivadeneíra, 2003).

4. Distribución Geográfica.

Es una especie tropical originaria del Sur y Sudeste asiático, Norte de Oceanía y de las islas del Oeste del Pacifico (Rocha y Rivadeneíra, 2003). 5. Ecología.

Esta especie vive en ambientes tropicales de agua dulce influenciados por áreas adyacentes de aguas salobres. A menudo se le encuentra en condiciones extremadamente turbias (FAO, 2013. En: Programa de información de especies acuáticas. Macrobrachium rosenbergii 2004-2013).

Son de régimen omnívoro, comen frecuentemente y de manera voraz material animal y vegetal. Los alimentos principalmente consisten en trozos de carne, vísceras de peces, pequeños moluscos y crustáceos, insectos acuáticos y larvas de insectos, semillas, granos, pulpa de frutas. Además, en cautiverio aceptan alimento balanceado para camarones, aves y peces. Cuando estos alimentos no están disponibles se nutren de algas, así como de hojas y tallos tiernos de plantas acuáticas (Rocha y Rivadeneíra, 2003).

6. Antecedentes de Tecnología de Cultivo.

Las hembras reproductoras usualmente se obtienen desde los estanques de engorda. Las granjas comerciales en regiones tropicales generalmente no mantienen reproductores cautivos para propósitos de crianza, pero en regiones temperadas los adultos son invernados dentro de las instalaciones para sembrar los estanques con PL lo más temprano posible en la corta estación de engorda. La proporción típica macho a hembra en los sistemas de mantención de reproductores es de 1-2 machos BC o 2-3 machos OC por 20 hembras, a una densidad total de siembra de uno langostino por 40 litros. La fertilización ocurre externamente, a las pocas horas después de la cópula, en la medida que los huevos son transferidos a la cámara de cría debajo del abdomen. Los huevos permanecen adheridos a la hembra durante el desarrollo embrionario, el cual dura alrededor de 3 semanas. Al momento de la eclosión, se producen zoeas que nadan libremente. Dependiendo del tamaño de la hembra ovada, ellas pueden llevar entre 5 000 y 100 000 huevos. Los huevos son naranja hasta 2-3 días antes de la eclosión, cuando ellos se tornan gris-negro. Algunas semillas (PL; juveniles) se obtienen desde capturas de la pesquería allí donde M. rosenbergii es nativo, típicamente en el sub-continente indio, pero la mayoría es criada en hatchery. Las zoeas del primer estadio tienen un poco menos de 2 mm de longitud y crecen, a través de 11 estadios larvales, hasta casi 8 mm al metamorfosear a PL. La metamorfosis individual se puede lograr en un mínimo de16 días, pero usualmente demora mucho más, dependiendo de las condiciones ambientales. En los criaderos comerciales, la mayoría de las larvas metamorfosea alrededor del día 32-35 a la temperatura óptima (28-31 °C). El cultivo de larvas típicamente ocurre en agua salobre de 12 ‰ y los criaderos son ya sea del tipo flujo abierto (donde una proporción del agua para crianza es reemplazada regularmente) o con recirculación (donde se usa una variedad de sistemas que involucran filtros físicos y biológicos para minimizar el uso de agua). Cualquiera de estos dos tipos de criadero puede estar en tierra (continental) o en el borde costero. Los criaderos en tierra producen el agua salobre mezclando agua dulce con agua de mar transportada desde la costa, o con salmuera acarreada desde las salinas, o con agua de mar artificial. Algunos criaderos de flujo abierto usan un sistema de "agua verde", el cual involucra fertilización, para estimular el crecimiento de fitoplancton (principalmente Chlorella spp.), que se piensa mejora la calidad del agua y aumenta la sobrevivencia larval; otros operan un régimen de "agua clara". Los sistemas de alimentación varían ampliamente, pero típicamente incluyen camarones salinos (Artemia salina) que se dan de alimento varias veces por día al comienzo, reduciéndose a una sola alimentación diaria al estadio larval 10. Los alimentos preparados (usualmente una natilla de huevo conteniendo carne de mejillón o pescado, calamar, u otros ingredientes) se introduce al estadio tres con una frecuencia de alimentación que se va aumentando hacia la metamorfosis. Algunos criaderos están integrados con instalaciones de incubación, vivero y engorda. Aunque algunos granjeros siembran los estanques de engorda con PL jóvenes, muchos ya sea compran juveniles más grandes, o crían PL en los estanques de sus propios viveros, antes de transferirlos a los estanques de engorda. En áreas temperadas con una estación de engorda limitada, se usan viveros cubiertos y ambientalmente controlados para aumentar el tamaño de los animales antes de sembrar los estanques exteriores tan pronto como las temperaturas llegan a ser suficientemente altas. Los viveros techados se siembran a 1 000-2 000 PL/m³, dependiendo de si se usan o no substratos. Los viveros al aire libre pueden ser sembrados con PL recién metamorfoseadas o con juveniles de un vivero techado. Típicamente, las tasas de siembra son de 1 000/m² para PL, 200/m² para juveniles pequeños (0,02 g), o 75/m² para juveniles de 0,3-0,4 g, pero densidades más altas también son posibles si se usan substratos. Los langostinos de río son criados en una variedad de recintos de agua dulce, incluyendo tanques, zanjas de irrigación, jaulas, corrales, embalses y aguas naturales; siendo la forma más común los estanques de tierra. Los métodos de crianza normal comprenden diversas combinaciones de sistemas, incluyendo el "continuo" usado antiguamente (estanques operados indefinidamente, con cosecha selectiva y resiembra regulares) y el "por tandas" (una sola siembra, una sola cosecha); estos se conocen como "sistemas combinados". Las densidades de siembra de los estanques en el monocultivo tropical varían ampliamente. En sistemas de crianza extensiva (que típicamente producen <500 Kg/ha/año), las PL o juveniles jóvenes se siembran a 1-4/m²; los sistemas semi-intensivos (que producen 500-5 000 Kg/ha/año) son sembrados a 4-20 PL o juveniles jóvenes/m². Mucho menos común, aunque también existe, algunos sistemas intensivos pequeños siembran >20/m² para alcanzar >5 000 Kg/ha/año. En áreas temperadas con una ventana de oportunidad limitada para la crianza, se siembran alrededor de 5-10 PL/m² o cuatro juveniles/m²; los niveles se pueden incrementar en presencia de substratos. Los langostinos son alimentados con dietas comerciales o "hechas en la granja", estas últimas consistentes de un solo o mezclas de ingredientes, a menudo extruido a través de máquinas de moler carne y suministrado a los langostinos ya sea húmedo o (usualmente) después de secado al sol. Alimentos con 5 por ciento de lípidos y 30-35 por ciento de proteínas son comunes y una TCA de 2:1 o 3:1 se logra con dietas secas. Las tasas promedio de crecimiento dependen de muchos factores, particularmente la manera en la cual el crecimiento individual heterogéneo (HIG) de los machos es manejado. La tasa de crecimiento de los SM se inhibe por la presencia de machos BC; en su ausencia los SM metamorfosean en OC y finalmente en machos BC. Así, la manera como se manejan los estanques de engorda (por ejemplo, la frecuencia de selección y raleo de los langostinos grandes, principalmente machos) influencia la productividad total. La cosecha puede ser total (en la crianza "por tandas") o parcial (en la crianza "continua" o "combinada"). La cosecha total se logra drenando los estanques por gravedad o removiendo el agua por bombeo, mientras que redes de cerco son usadas regularmente para la selección y raleo de los animales más grandes. Se usan redes con tamaños de mallas (distancia entrenudos estirada) de 1,8 cm para cosechar langostinos pequeños y de 3,8-5,0 cm para los langostinos grandes. El tiempo y frecuencia de cosecha depende completamente del volumen y características (el tamaño del animal) de la demanda del mercado. La manipulación cuidadosa es esencial desde la cosecha en piensa mejora la calidad del agua y aumenta la sobrevivencia larval; otros operan un régimen de "agua clara". Los sistemas de alimentación varían ampliamente, pero típicamente incluyen camarones salinos (Artemia salina) que se dan de alimento varias veces por día al comienzo, reduciéndose a una sola alimentación diaria al estadio larval 10. Los alimentos preparados (usualmente una natilla de huevo conteniendo carne de mejillón o pescado, calamar, u otros ingredientes) se introduce al estadio tres con una frecuencia de alimentación que se va aumentando hacia la metamorfosis. Algunos criaderos están integrados con instalaciones de incubación, vivero y engorda. Aunque algunos granjeros siembran los estanques de engorda con PL jóvenes, muchos ya sea compran juveniles más grandes, o crían PL en los estanques de sus propios viveros, antes de transferirlos a los estanques de engorda. En áreas temperadas con una estación de engorda limitada, se usan viveros cubiertos y ambientalmente controlados para aumentar el tamaño de los animales antes de sembrar los estanques exteriores tan pronto como las temperaturas llegan a ser suficientemente altas. Los viveros techados se siembran a 1 000-2 000 PL/m³, dependiendo de si se usan o no substratos. Los viveros al aire libre pueden ser sembrados con PL recién metamorfoseadas o con juveniles de un vivero techado. Típicamente, las tasas de siembra son de 1 000/m² para PL, 200/m² para juveniles pequeños (0,02 g), o 75/m² para juveniles de 0,3-0,4 g, pero densidades más altas también son posibles si se usan substratos. Los langostinos de río son criados en una variedad de recintos de agua dulce, incluyendo tanques, zanjas de irrigación, jaulas, corrales, embalses y aguas naturales; siendo la forma más común los estanques de tierra. Los métodos de crianza normal comprenden diversas combinaciones de sistemas, incluyendo el "continuo" usado antiguamente (estanques operados indefinidamente, con cosecha selectiva y resiembra regulares) y el "por tandas" (una sola siembra, una sola cosecha); estos se conocen como "sistemas combinados". Las densidades de siembra de los estanques en el monocultivo tropical varían ampliamente. En sistemas de crianza extensiva (que típicamente producen <500 Kg/ha/año), las PL o juveniles jóvenes se siembran a 1-4/m²; los sistemas semi-intensivos (que producen 500-5 000 Kg/ha/año) son sembrados a 4-20 PL o juveniles jóvenes/m². Mucho menos común, aunque también existe, algunos sistemas intensivos pequeños siembran >20/m² para alcanzar >5 000 Kg/ha/año. En áreas temperadas con una ventana de oportunidad limitada para la crianza, se siembran alrededor de 5-10 PL/m² o cuatro juveniles/m²; los niveles se pueden incrementar en presencia de substratos. Los langostinos son alimentados con dietas comerciales o "hechas en la granja", estas últimas consistentes de un solo o mezclas de ingredientes, a menudo extruido a través de máquinas de moler carne y suministrado a los langostinos ya sea húmedo o (usualmente) después de secado al sol. Alimentos con 5 por ciento de lípidos y 30-35 por ciento de proteínas son comunes y una TCA de 2:1 o 3:1 se logra con dietas secas. Las tasas promedio de crecimiento dependen de muchos factores, particularmente la manera en la cual el crecimiento individual heterogéneo (HIG) de los machos es manejado. La tasa de crecimiento de los SM se inhibe por la presencia de machos BC; en su ausencia los SM metamorfosean en OC y finalmente en machos BC. Así, la manera como se manejan los estanques de engorda (por ejemplo, la frecuencia de selección y raleo de los langostinos grandes, principalmente machos) influencia la productividad total. La cosecha puede ser total (en la crianza "por tandas") o parcial (en la crianza "continua" o "combinada"). La cosecha total se logra drenando los estanques por gravedad o removiendo el agua por bombeo, mientras que redes de cerco son usadas regularmente para la selección y raleo de los animales más grandes. Se usan redes con tamaños de mallas (distancia entrenudos estirada) de 1,8 cm para cosechar langostinos pequeños y de 3,8-5,0 cm para los langostinos grandes. El tiempo y frecuencia de cosecha depende completamente del volumen y características (el tamaño del animal) de la demanda del mercado. La manipulación cuidadosa es esencial desde la cosecha en

Tabla 1: Propiedades Físicas y Químicas de un Cuerpo de Agua para cultivo de Camarón Malasico Parámetro Unidad Valor Parámetro Unidad Valor Temperatura ºC 18 - 34 Plomo mg/L < 0,02 Oxígeno mg/L > 3 Alcalinidad mg/L CaCO3 50 - 300 pH Unidades 7 - 8,5 Amonio mg/L < 0,5 Arsénico mg/L <0,05 Cloruros mg/L < 0,003 Boro mg/L < 0,75 Dureza mg/L < 40 Cadmio mg/L < 0,0050 Fosfatos mg/L < 0,1 Calcio mg/L 4 - 160 Nitratos mg/L < 20 Cobre mg/L <0,03 Nitritos mg/L < 0,1 Fósforo mg/L 0,01 - 3 Sulfatos mg/L < 50 Hierro mg/L <0,15 Sulfuro Total mg/L < 0,002 Magnesio mg/L <15 Colif. Fec NMP/100 ml <100 Mercurio mg/L <0,02 Colif. Tot NMP/100 ml <1000 Fuente: Secretaria de Agricultura, Ganadería, Desarrollo Rural, Pesca y Acuicultura- SAGARPA (2012); Timmons et al. (2002); NCh1333.Of. 78/Mod. 1987.

7. Antecedentes Sanitarios.

Los principales problemas de enfermedades que afectan a Macrobrachium rosenbergii generalmente ocurren debido a un tratamiento inadecuado del agua que ingresa al cultivo, mal manejo, sobrepoblación en los estanques, malas condiciones sanitarias y procedimientos inexistentes o inadecuados de cuarentena.

Tabla 2: Enfermedades Camarón Malásico Enfermedades Enfermedades Virales Enfermedades Parasitarias Enfermedades Fúngicas Bacterianas Enfermedad de la Cola Blanca (WTD) (*) (1) Epistylis sp Probopyrus spp Fusarium sp Saprolegnia Aeromonas sp Vibrio sp Flavobacterium sp Vorticella sp Zoothamnium sp sp Lagenidium sp Moxarella sp Leucothrix sp Probopyrus sp. Acineta sp.

Donde: (*) Enfermedad en Listado de la OIE, (1) En lista 1 de Enfermedades de Alto Riesgo. Fuente: SAGARPA (2012); Resolución Exenta N°1741. 2013. Establece clasificación de enfermedades de alto riesgo. Ministerio de Economía Fomento y Turismo.

8. Antecedentes de Introducción en otros países.

De acuerdo a base de datos de FAO, existen 40 registros de introducción de Camarón Malásico a diferentes países, los cuales se resumen en la siguiente tabla.

Tabla 3: Introducción de Camarón Malásico. Año / período De A Establecido Efecto Ecológico 1986 Brasil Argentina No establecido Desconocido 1979 Panamá Colombia No establecido Desconocido 1970 Hawái Republica Dominicana Probablemente establecido Probablemente ninguno

1990 Bélgica Túnez No establecido Desconocido 1986-1987 Taiwán Santa Lucia Probablemente establecido Desconocido 1991 Vietnam Federación Rusa Establecido Desconocido 1993 Tahití Rarotonga No establecido Desconocido 1982 Hawái Fiji Probablemente no establecido Probablemente ninguno 1993 Tailandia Irán No establecido Desconocido 1974 Estados Unidos Israel No establecido Desconocido 1980 Desconocido Zimbabue Probablemente no establecido Desconocido 1974 Hawái Palau Desconocido Desconocido 1980 Tailandia Egipto Desconocido Desconocido 1971 Hawái Mauricio Probablemente establecido Desconocido 1974 Hawái Guam Probablemente establecido Desconocido 1965 Malasia Hawái Probablemente no stablecido Desconocido 1973 Estados Unidos Polinesia Francesa Desconocido Desconocido 1983 Tahití Isla Salomón Desconocido Desconocido 1979 Desconocido Samoa Desconocido Desconocido 1992 Tahití Rarotonga No establecido Desconocido 1985 Tailandia Nepal Desconocido Desconocido 1991 Bangladesh Nepal Desconocido Desconocido 1980 Desconocido Brasil Desconocido Desconocido Desconocido Japón China Desconocido Desconocido 1967 Malasia, Tailandia, Hawái Japón Probablemente establecido Desconocido 1970 Tailandia Taiwán Establecido Desconocido Desconocido Desconocido Kiribati Desconocido Desconocido 1972 Desconocido Nueva Caledonia Desconocido Desconocido 1955 Desconocido Vanuatu Desconocido Desconocido Desconocido Desconocido Estados Unidos Desconocido Desconocido 1981 Desconocido Sudáfrica Desconocido Desconocido Desconocido Desconocido Puerto Rico Desconocido Desconocido 1977 Desconocido Guadalupe Desconocido Desconocido 1977 Desconocido Martinica Desconocido Desconocido 1977 Desconocido Guayana Francesa Desconocido Desconocido 1980 Desconocido Costa Rica Desconocido Desconocido Desconocido Desconocido Ecuador Desconocido Desconocido 1988 Desconocido El Salvador Desconocido Desconocido Desconocido Desconocido México Desconocido Desconocido 1981 Venezuela Panamá Establecido Desconocido Fuente: FAO, 2013 (En: Fishery-introsp-1312).

9. Antecedentes de Mercado y Comercialización.

Es consumido internacionalmente por Japón, Estados Unidos, países miembros de la Unión Europea, entre los principales, en donde la demanda ha incrementado ininterrumpidamente. El camarón contribuye con más de siete mil millones de dólares al año equivalente al 18% al valor de todas las exportaciones mundiales; por ejemplo el valor de las importaciones de camarón en los Estados Unidos alcanzó 2,7 mil millones de dólares correspondió al 40% de las importaciones totales del país americano, constituye el principal mercado de este producto, pero Japón continua ocupando el primer lugar en cuanto a la importación de aguas tropicales en el mundo.

El camarón de agua dulce es producido en aguas tropicales siendo sus principales comercializadores a nivel internacional: Tailandia, Taiwán, Indonesia, China, Vietnam, entre otros. La producción mundial de camarón cultivado está en manos de siete países, todos los cuales están en vías de desarrollo, Asia es la región más importante seguido por Latinoamérica.

De acuerdo a los datos reportados por FAO para el 2011, esta especie registró una producción total de 203.212 toneladas, valorizadas en US$ 1.123.303 millones, siendo China el principal productor con 122.933 ton, seguido de Bangladesh con 39.868 toneladas (Figura 1, Tablas 4 y 5). (Fishstat J. FAO, 2013).

Figura 1: Producción acuícola mundial Camarón Malasico en cantidad y valor para el periodo 2005 – 2011. Fuente: Elaboración propia a partir de los datos de Fishstat J (FAO, 2013). Tabla 4: Producción acuícola (Toneladas) periodo 2005 – 2011, por país y año. País 2005 2006 2007 2008 2009 2010 2011 China 85.541 93.695 124.520 127.788 144.467 125.203 122.933 Tailandia 28.740 25.353 32.148 33.189 26.785 25.606 19.347 Bangladesh 19.609 20.810 23.240 23.377 26.137 30.636 39.868 India 42.820 30.115 27.262 12.800 6.600 . . Prov. china de Taiwán 10.515 9.878 8.316 10.058 7.470 6.318 6.460 Vietnam 5.200 5.482 7.900 7.100 7.700 8.190 8.500 Myanmar 1.000 1.477 1.500 2.881 2.881 2.881 4.233 Indonesia 1.009 1.199 989 942 696 1.327 617 Malasia 514 194 246 355 552 619 334 Brasil 370 373 230 100 100 100 265 Estados Unidos 218 218 200 200 200 200 200 República Dominicana 110 110 110 110 110 110 16 Camboya . . . 30 110 120 140 Sri Lanka - - 18 22 43 45 105 Otros 214 173 139 187 166 145 194 Total Producción Mundial (toneladas) 195.860 189.077 226.818 219.139 224.016 201.500 203.212 Fuente: Fishstat J (FAO, 2013).

Tabla 5: Producción acuícola (Miles de Dólares) periodo 2005 – 2011, por país y año. País 2005 2006 2007 2008 2009 2010 2011 China 293.790 330.70 551.624 608.271 687.663 595.966 585.161 6 Bangladesh 137.214 150.97 168.715 173.799 217.617 255.133 295.993 7 Tailandia 91.069 87.232 115.608 125.581 102.443 114.905 95.190 Prov. china de Taiwán 125.444 109.19 95.275 104.806 76.628 68.651 74.311 6 India 194.232 132.98 105.682 56.960 21.828 . . 8 Vietnam 36.400 38.374 55.300 49.700 30.800 32.760 34.000 Myanmar 6.000 8.862 7.500 14.405 14.405 14.405 23.282 Indonesia 4.813 5.719 3.798 4.493 3.159 8.736 4.576 Jamaica . . . 12.000 12.000 115 58 Malasia 3.401 1.208 1.616 2.967 4.565 5.783 3.025 Estados Unidos 2.673 2.673 2.400 2.400 2.400 2.400 2.400 Brasil 1.406 1.399 1.028 474 435 495 1.378 República Dominicana 892 892 892 892 892 892 126 Camboya . . . 300 1.100 1.200 1.400 Otros 2.119 1.664 1.954 2.370 2.070 1.825 2.403 Total Producción Mundial (miles de 899.45 871.88 1.111.39 1.159.41 1.178.00 1.103.26 1.123.30 US$) 1 9 2 8 3 5 3 Fuente: Fishstat J (FAO, 2013).

10. Referencia Bibliográfica Consultada.

Código Sanitario para los Animales Acuáticos. OIE. 2012. Organización Mundial de Sanidad Animal. Decimoquinta edición, París, Francia. ISBN 978-92-9044-865-5. En: http://www.oie.int. Consultado Agosto 30 de 2012.

FAO. FishstatJ, base de datos FAO actualizada al año 2011. En: http://www.fao.org. Consultado Julio 23 de 2013. Fishery-introsp-1312. FAO. 2012. En: http://www.fao.org/fishery/introsp/1312/en. Consultado en Febrero 5 de 2013.

Norma Chilena Oficial: NCh1333.Of78. En: www.conemi.net/normativa/NCh1333-1978%20Mod- 1987.pdf, consultada el 20 octubre 2012.

Programa de información de especies acuáticas. Macrobrachium rosenbergii. Programa de información de especies acuáticas. FAO 2004-2013. En http://www.fao.org/fishery/culturedspecies/Macrobrachium_rosenbergii/es. Consultado el 10 noviembre 2012.

Resolución Exenta N°1741. 2013. Establece clasificación de enfermedades de alto riesgo, deja sin efecto Resolución N°2352/2008. ACUI/ Establece clasificación de enfermedades de alto riesgo. Ministerio de Economía Fomento y Turismo. Subsecretaria de Pesca y Acuicultura. Valparaíso 9 de Julio 2013. República de Chile. 4 pp. En: http://www.subpesca.cl/normativa/605/articles- 80703_documento.pdf. Consultado Agosto 2013.

Rocha, M.E. y S. Rivadeneira. 2003. Proyecto se exportación de camarón de agua dulce a los Estado Unidos, Ecuador 2002. Tesis. Ingeniería en Comercio Exterior e Integración. Universidad Tecnológica Equinoccial. En: http://repositorio.ute.edu.ec/bitstream/123456789/6845/1/17893_1.pdf. Consultado el 10 noviembre 2012.

SAGARPA. 2012. Carta Nacional de Acuicultura. Acuerdo mediante el cual se aprueba la actualización de la Carta Nacional Acuícola. Diario Oficial, 6 de junio de 2012. Sección 2:33-112. Secretaria de Agricultura, Ganadería, Desarrollo Rural, Pesca y Alimentación. En: http://www.inapesca.gob.mx/portal/documentos/publicaciones/2011/06062012%20SAGARPA.pd f. Consultado en Enero 15 de 2013.

Timmons, M., J. Ebeling, F. Wheaton, S. Summerfelt and B. Vinci. 2002. Recirculating Aquaculture Sistems. Northeastern Regional Aquaculture Center. E.U.A. 769 pp. Edición en español. Parada, G. y M. Hevia. 2002. Sistemas de Recirculación para la Acuicultura. Segunda Edición. Fundación Chile. Chile.

Nombre Común: Bagre de Canal o Catfish

Nombre Científico: Ictalurus punctatus (Rafinesque, 1818)

Clasificación Taxonómica Clase: Actinopterygii Orden: Siluriformes Familia: Ictaluridae Género: Ictalurus

1. Descripción.

El bagre de canal es una especie con cuerpo cilíndrico desnudo, sin escamas, el macho es tosco, con la cabeza grande y gruesa, en las hembras la cabeza es un poco más pequeña, cuerpo aplanado, boca grande con labios delgados, en la boca tiene seis pares de barbillas sensoriales (de ahí el nombre de pez gato “catfish”). Coloración azul-olivácea en el dorso, plateada en los costados y blanca en el vientre. Presentan una espina en la parte dorsal, con la cual hay que tener cuidado, ya que una punzada de esta es similar a una quemadura. Aleta caudal fuertemente bifurcada y aleta anal curvada con 24-29 rayos (Pool, 2007; Sagarpa, 2012).

2. Estado de Importación de la Especie en Chile.

3. Ciclo Biológico y Biología Reproductiva.

Los adultos desovan por primera vez a los dos o tres años de edad. El desove en la naturaleza ocurre en primavera, comenzando alrededor de marzo en la parte sur de la distribución geográfica. Los huevos son depositados a menudo bajo troncos caídos o en algún tipo de depresión natural. Los huevos son puestos en una masa adhesiva. Las hembras de 0,5-1,8 kg producen un promedio de 8.800 huevos/kg de peso corporal, con hembras más grandes produciendo un promedio de 6.600 huevos/kg. Una vez que los huevos son puestos y fertilizados, el macho persigue y expulsa a la hembra del área del nido y atiende los huevos ventilando la masa con sus aletas para mantener agua oxigenada moviéndose sobre ellos. Dependiendo de la temperatura, los huevos eclosionan dentro de 5-10 días y el macho continua protegiendo por varios días a las larvas con saco hasta que los sacos vitelinos son absorbidos y las crías son capaces de nadar alrededor en busca de alimento (Sagarpa, 2012).

En cuanto al crecimiento, los parámetros estimados de acuerdo al modelo de crecimiento en longitud de Von Bertalanffy son los siguientes; L∞ = 83,4 cm, K = 0,06 y t0 = 2,23 años y para la relación longitud/peso son; a = 0,0029 y b = 3,3 (Fishbase. En: FAO, 2013).

Con los datos anteriores, las ecuaciones de crecimiento de la especie presentan las siguientes gráficas:

Figura 1: Gráfico de Crecimiento en Longitud y Peso para Bagre de Canal. Fuente: Elaboración Propia a partir de los datos estimados en Fishbase (FAO, 2013).

Figura 2: Gráfico de la Relación Longitud – Peso para Bagre de Canal. Fuente: Elaboración Propia a partir de los datos estimados en Fishbase (FAO, 2013).

4. Distribución Geográfica.

Los bagres de canal, son nativos de la región central y oriental de América del Norte, extendiéndose desde Canadá hasta México (Page and Burr, 1991. En: Pool, 2007).

5. Ecología.

El género Ictalurus incluye especies piscívoras-omnívoras como I. punctatus, este se alimenta comúnmente en fondos de cuerpos de agua e incluye insectos bentónicos, cangrejos, moluscos, crustáceos y otros peces (Batzer et al., 2000; Edds et al., 2002; Navarro, 2002. En: Cardoza et al., 2011). Diversos estudios han demostrado que I. punctatus se alimenta exclusivamente de peces a longitudes totales mayores a 50 cm, mientras que a menor talla (< 50 cm) tienen un amplio espectro de alimento de manera oportunista (Cannamela et al., 1978; Perry, 1969. En: Cardoza et al., 2011).

Pool (2007), describe a este pez como extremadamente resistente pudiendo sobrevivir a una amplia gama y variabilidad ambiental. Su comportamiento reproductivo es único y diferente de otras especies de bagre.

6. Antecedentes de Tecnología de Cultivo.

Carnevia (2007), describe la tecnología para el cultivo de esta especie en 4 etapas, las cuales son descritas a continuación:

Reproducción:

Se utilizan estanques de 0,5 a 2 há, donde se colocan densidades de 100 a 300 reproductores/há. La proporción de sexos es 1:1 hasta 1:3 machos/ hembra. La reproducción es en primavera, con temperaturas de 20 a 23°C. Con temperaturas de 30°C se inhibe el desove. Los reproductores desovan en “cajas de desove” colocadas en las horillas de los estanques, quedando los huevos en una masa al cuidado de los machos. El desove puede inducirse por inyección de HCG (1.800 UI/kg hembra) o LHRHa. El porcentaje de fertilización es de 87%. Cada tres días se recorren las cajas de desove y se sacan las masas de huevos. La incubación se realiza en canales de 6 x 0,5 x 0,25 m con circulación de agua y agitadores de paletas. A unos 25°C demoran 8 días en nacer.

Larvicultura:

Se realiza en los mismos canales en donde han sido incubados los huevos, alimentándolos con artemia y luego con ración en polvo; hasta tamaño de 2 cm.

Alevinaje: Esta etapa se desarrolla en estanques de tierra de 1 a 4 há. Sembrando a densidad de 25.000 peces/há obtenemos en el primer verano peces de 20 a 25 cm; mientras que si la siembra se realiza a una densidad de 250.000 peces/há se obtienen peces de 10 a 13 cm. Los alevines se alimentan con raciones balanceadas de 35 a 40% de proteína bruta.

Engorda:

En estanques: se utilizan estanques de 2 a 10 há. En cultivo semiintensivo se siembran a 5.000 peces/há y en el segundo verano alcanzan 800 g de peso. En cría intensiva se siembran a 40.000 peces/há y en el segundo verano alcanzan los 400 a 500 g de peso. Utilizándose alimento balanceado de 25 a 30% de proteína bruta. Se obtienen cosechas de 3.000 a 4.000 kg/há (aunque algunos en forma superintensiva alcanzan los 7.000 kg/há), alcanzándose Índices de conversión alimenticia con valores entre 1: 1,3 a 1: 2,1 para peces alimentados con pellet balanceados y cultivados en estanques. La engorda también puede ser realizada en jaulas flotantes de 7 m3, con densidades de 300 a 500 peces/m3. Se alimentan con ración balanceada de 35 a 38% de proteína bruta, alcanzándose producciones de 250 kg/m3. Por último en tanques circulares o raceways se pueden utilizar tanques de 20.000 litros para engorde. Se necesitan grandes recambios de agua (hasta 6 recambios/hora), obteniéndose producciones de 200 kg/m3.

De acuerdo a lo expresado por Rodríguez Romero (2005), la engorda se inicia cuando los juveniles alcanzan un peso entre 10 y 30 g y se utilizan estanques de tierra de distintas dimensiones que van desde una superficie de 1 a 10 ha con una profundidad promedio de 1,2 m. En estas lagunas se siembran los alevines, a razón de 8.000 a 12.000 peces por hectárea. En sistema intensivo se siembran para engorda de 100 a 130 peces/m2 en raceways.

Para esta especie, en cultivo se registra un crecimiento diario de 1,96 g/día, alcanzando 500 g en 8 meses, con un peso inicial de siembra de 30 g. y una tasa de crecimiento absoluta de (TCA) 0,06 kg/mes (Esquivel et al., 1998; Rodríguez, 2005).

Tabla 1: Propiedades Físicas y Químicas de un Cuerpo de Agua para cultivo Bagre de Canal Parámetro Unidad Valor Parámetro Unidad Valor Temperatura °C 25 - 30 Plomo mg/L < 0,02 Oxígeno mg/L 5 Alcalinidad mg/L CaCO3 20 a 400 pH Unidades 6,0 – 9,0 Amonio mg/L < 0,2 Arsénico mg/L <0,05 Cloruros mg/L < 200 Boro mg/L < 0,75 Dureza mg/L 20 - 150 Cadmio mg/L < 0,0050 Fosfatos mg/L < 0,1 Calcio mg/L 4 - 160 Nitratos mg/L < 400 Cobre mg/L <0,03 Nitritos mg/L <0,05 Fósforo mg/L <3 Sulfatos mg/L < 50 Hierro mg/L <0,15 Sulfuro Total mg/L < 0,002 Magnesio mg/L <15 Colif. Fec NMP/100 ml <100 Mercurio mg/L <0,02 Colif. Tot NMP/100 ml <1000 Fuente: García (2008); Sagarpa (2008); Timmons et al. (2002); NCh1333. Of. 78/Mod. 1987.

7. Antecedentes Sanitarios.

El bagre está sujeto a una amplia variedad de enfermedades incluyendo virus, bacterias, hongos, helmintos y copépodos parásitos. Se describen en la siguiente tabla las enfermedades que afectan a esta especie.

Tabla 2: Enfermedades del Bagre de Canal Enfermedades Bacterianas Enfermedades Virales Enfermedades Parasitarias Enfermedades Fúngicas Enfermedad Columnaria Enfermedad viral del Parásitos Branquiales (Trichodina sp, Saprolegnia spp. (Flavobacterium columnare) bagre (Herpesvirus Trichophora sp, Ambiphrya sp, Ichthyobodo Síndrome Ulcerante Septicemia por Aeromonas Ictalúrido 1) Necrosis sp, Ichthyophthirius multifiliis) Enfermedad Epizoótico (*) (1) (Aeromonas hydrophila; A. Hematopoyética proliferativa de las branquias sobria) Edwardsiellosis epizoótica (*) (1) (Aurantiactinomyxon sp, Dero digitata) (Edwardsiella tarda) Copépodos parásitos (Ergasilus sp, Argulus Enfermedad de la boca roja sp, Lernaea) Infección por Contracaecum (Yersinia ruckeri) spiculigerum Infección por Dichelyne Epitheliocystis (Chlamydia robusta Septicemia Entérica (Edwardsiella sp.) ictaluri)

Donde: (*) Enfermedad en Listado de la OIE, (1) En lista 1 de Enfermedades de Alto Riesgo, (2) En lista 2 de Enfermedades de Alto Riesgo, (3) En lista 1 de Enfermedades de Alto Riesgo. Fuente: FAO (2013. En: Programa de información de especies acuáticas. Ictalurus punctatus. 2004-2013); Fishbase (FAO, 2013); Resolución Exenta N°1741. 2013. Establece clasificación de enfermedades de alto riesgo. Ministerio de Economía Fomento y Turismo.

8. Antecedentes de Introducción en otros países.

De acuerdo a base de datos de Fishbase (FAO, 2013), existen 39 registros de introducción de bagre de canal en diferentes países (Tabla 3), describiendo además los efectos ocasionados por estas introducciones.

Tabla 3: Introducción de Bagre de Canal Fecha / De A Establecido Ecol. Efectos Periodo desconocido desconocido Uzbekistán (Syr Darya cuenca) Establecido Probablemente ninguno desconocido Rusia Armenia Establecido Desconocido desconocido Desconocido Chile Desconocido Desconocido desconocido Desconocido Francia No establecido Desconocido desconocido Desconocido Polinesia francés Desconocido Desconocido desconocido desconocido Polinesia francés Desconocido Desconocido desconocido EE.UU. Côte d'Ivoire Desconocido Desconocido desconocido Desconocido Rusia Establecido Desconocido desconocido Desconocido España Probablemente establecido Desconocido desconocido Desconocido Ucrania (antigua URSS) No establecido Desconocido 1954 - 1955 EE.UU. República Dominicana Desconocido Desconocido 1985 - 1989 EE.UU. India Desconocido Desconocido 1975 - 1976 EE.UU. Taiwan Probablemente establecido Desconocido 1938 EE.UU. Puerto Rico Establecido Desconocido 1953 EE.UU. Continental Hawai Establecido Desconocido 1966 EE.UU. Guam No establecido Desconocido 1968 EE.UU. Reino Unido Probablemente establecido Desconocido 1968 Desconocido Bélgica No establecido Desconocido desconocido desconocido Uzbekistán (Syr Darya cuenca) Establecido Probablemente ninguno 1970 EE.UU. Nigeria Desconocido Desconocido 1971 EE.UU. Yugoslavia (Serbia / Montenegro) No establecido Desconocido 1971 EE.UU. Japón Establecido Desconocido 1971 EE.UU. Brasil Desconocido Desconocido 1972 EE.UU. Corea Desconocido Desconocido 1974 EE.UU. Filipinas Establecido Probablemente algunos 1975 Desconocido Hungría No establecido Desconocido 1975 Desconocido Bulgaria Establecido Desconocido 1975 EE.UU. Chipre Probablemente establecido Desconocido 1976 EE.UU. Italia Establecido Desconocido 1978 Antigua URSS Rumania Probablemente No establecido Probablemente ninguno 1978 EE.UU. México Establecido Algunos 1979 México Cuba Desconocido Desconocido 1981 EE.UU. Panamá Desconocido Desconocido 1982 EE.UU. Egipto No establecido Desconocido 1984 EE.UU. China Desconocido Probablemente ninguno 1985 EE.UU. Eslovaquia Probablemente establecido Desconocido 1985 EE.UU. República Checa Probablemente establecido No hay datos 1986 EE.UU. Indonesia No establecido Desconocido 1989 EE.UU. Turquía No establecido Ninguno 1989 EE.UU. Tailandia No establecido Desconocido Fuente Fishbase (FAO, 2013).

9. Antecedentes de Mercado y Comercialización.

La producción de bagre a nivel mundial ha presentado un comportamiento estable después del año 2005, ya que tras haber registrado el volumen de producción más alto en 2004, se observó una disminución anual de 4,2% hasta 2008 al pasar de 329 mil toneladas (2004) a 290 mil toneladas en 2008 (Sagarpa, 2012). Países como México y Estados Unidos primeramente tuvieron baja en la producción de captura, con el -5,2% y el -16,2% respectivamente en el período 2000 a 2008. La producción de bagre a través de acuacultura tuvo una participación del 65,7% en la producción mundial en 2004 y la captura representó el 34,5% restante. Cabe mencionar que del total de la producción mundial de bagre, en promedio el 48% proviene de acuacultura y el 52% proviene de captura en el período 2000 a 2008. La producción de bagre se concentra principalmente en Estados Unidos, México, Cuba, Costa Rica, Brasil, Federación Rusa y China; siendo el continente Americano el que concentra la mayor cantidad de países involucrados en la actividad económica del bagre. Otros países también han repuntado en la producción del bagre como son Tailandia, Canadá, El Salvador, Italia, Líbano, Rumania, entre otros, (Sagarpa.2012).

De acuerdo a los datos reportados por FAO para el 2011, esta especie registró una producción total de 376.352 toneladas, valorizadas en US$ 680.262 millones, siendo China el principal productor con 205.177 ton, seguido de Estados Unidos con 157.942 toneladas (Figura 3, Tablas 4 y 5). (Fishstat J. FAO, 2013).

· Los precios del bagre de canal varían entre 6,18 US$/Kg (Precio Ex Bodega, Costa Este EEUU, Entero H&G) a 10,15 US$/Kg, el precio mayorista de filete fresco, en N. York, EEUU (INFOPESCA: Boletín Comercial Nº 11/12, 2012).

Figura 3: Producción acuícola mundial Bagre de Canal en cantidad y valor para el periodo 2005 – 2011 (Fuente: Elaboración propia a partir de los datos de Fishstat J (FAO, 2013).

Tabla 4: Producción acuícola Bagre de Canal (Toneladas) periodo 2005 – 2011, por país y año. País 2005 2006 2007 2008 2009 2010 2011 Brasil 1.685 1.391 1.800 2.492 2.984 3.523 6.331 Bulgaria 166 60 109 75 115,2 108 98 China 87.254 147.339 204.929 224.471 223.233 217.303 205.177 Costa Rica 169 250 189 50 10 10 0,5 Cuba 627 2.647 3.855 4.461 6.031 5.278 5.181 Estados Unidos 274.664 258.049 255.781 233.564 215.887 217.204 157.942 Federación de Rusia 160 61 155 180 145 91 215 México 1.809 1.889 1.529 1.337 1.348 1.420 1.407 Puerto Rico 1 3 0,3 . . . . República de Corea 2 ------Ucrania 0,5 0,5 0,5 - - - - Total Producción 366.538 411.690 468.348 466.630 449.753 444.937 376.352 Mundial (Toneladas) Fuente: Fishstat J (FAO, 2013). Tabla 5: Producción acuícola Bagre de Canal (Miles de US$) Periodo 2005 al 2011 por país y año. País 2005 2006 2007 2008 2009 2010 2011 Brasil 3.370 2.782 3.780 5.233 6.266 7.398 13.295 Bulgaria 443 135 325 395 479 329 315 China 79.338 137.681 247.964 291.812 290.203 282.494 266.730 Costa Rica 423 625 473 125 25 25 1 Cuba 627 2.647 3.855 4.461 6.031 5.278 5.181 Estados Unidos 428.476 441.264 424.597 390.052 351.896 375.763 390.117 Federación de Rusia 320 122 310 360 290 182 430 México 5.022 5.289 4.424 4.036 3.230 3.873 4.193 Puerto Rico 4 15 1 . . . . República de Corea 6 ------Ucrania 1 1 1 - - - - Total Producción 518.029 590.561 685.728 696.474 658.421 675.342 680.262 Mundial (miles US$)

10. Referencia Bibliográfica Consultada.

Carnevia, D. 2007. Plan Nacional De Desarrollo De La Acuicultura 2008. Estrategia general para el desarrollo de la acuicultura sostenible en la Republica Oriental del Uruguay. Montevideo, Dinara- Fao. 40 pp. En http://www.dinara.gub.uy/web_dinara/images/stories/publicaciones/an_oport_cultivo_spp_urug uay.pdf. Consultado Agosto 30 de 2012.

Cardoza, G.F., J.L. Estrada, F. Alonzo, C.L. Mar y F. Gelwick. 2011. Espectro trófico del bagre Ictalurus punctatus (Siluriformes: Ictaluridae), en la presa Lázaro Cárdenas, Indé, Durango, México. Hidrobiológica 21(2): 210-216.

Diario Oficial (Segunda Sección). Agosto de 2012. Acuerdo por el que se da a conocer la Actualización de la Carta Nacional Pesquera. Secretaria de Agricultura, Ganadería, Desarrollo Rural, Pesca Y Alimentación. En: www.diario-o.com/dof/2012/08/24/sagarpa2a_24ago12.pdf. Consultado en Agosto 17 de 2013.

Esquivel, J., Gomes, S., Esquivel, B., Schlindwein, A. 1998. Growth of Channel Catfish, Ictalurus punctatus, in Southern Brazil. Journal of Applied Aquaculture Vol. 8, Iss. 3. En http://www.tandfonline.com/doi/abs/ 10.1300/J028v08n03_07#.UjIWdtIyLoV. Consultado Agosto 2013.

FAO. 2004-2013. Programa de información de especies acuáticas. Ictalurus punctatus. Programa de información de especies acuáticas. En: http://www.fao.org/fishery/culturedspecies/Ictalurus_punctatus/ es#tcNA0019. Consultada 30 de octubre 2012.

FishstatJ, FAO. 2013. Base de datos FAO actualizada al año 2011. En: http://www.fao.org. Consultado Julio 23 de 2013.

Sagarpa. 2012. Plan Rector Sistema De Producto Bagre. Michoacán, A.C., Sahuayo (Michoacán). 102 pp. En: http://www.oeidrus- portal.gob.mx/oeidrus_mic/docs/Plan_Rector_Bagre_2012.pdf.

FCPS. Channel Catfish. En: http://www.fcps.edu/islandcreekes/ecology/channel_catfish.htm. Consultada 6 octubre 2012.

García, A., Calvario, O. 2008. Manual de Buenas Prácticas de Producción Acuícola de Bagre para la Inocuidad Alimentaria. Sagarpa. México. 148 pp.

Geng, Y., K. Wang, D. Chen, X. Huang, M. He, Z. Yin. 2010. Stenotrophomonas maltophilia, an emerging opportunist pathogen for cultured channel catfish, Ictalurus punctatus, in China. Aquaculture, 308:132–135. INFOPESCA. 2012. Boletín Comercial Nº 11/12. En www.infopesca.org. Consultado en agosto 14 de 2013.

Norma Chilena Oficial: NCh1333.Of78. En: www.conemi.net/normativa/NCh1333-1978%20Mod- 1987.pdf, consultada el 20 octubre 2012.

Pool, T.K. 2007. Channel Catfish Review Life-history, distribution, invasion dynamics and current management strategies in the Pacific Northwest. University of Washington. 12 pp. En: http://depts.washington.edu/oldenlab/wordpress/wp-content/uploads/2013/03/Ictalurus- punctatus_Pool.pdf. Consultado en Octubre 8 de 2013.

Rab, A., M. Afzal, N. Akhtar, M. Ramzan, S.Ullah, M. Farhan, S. Mehmood And M. Qayyum. 2007. Introduction of Channel Catfish Ictalurus punctatus (Rafinesque) in Pakistan and its Performance During Acclimatization and Pond Culture. Pakistan J. Zool., vol. 39(4), pp. 239-244.

Rodríguez, F. 2005. Ictalurus de México y sus posibles aplicaciones en la manipulación genética con fines biotecnológicos. México. Rev. Soc. Mex. Hist. Nat. 3a Época Vol. II NUM.1. pp. 221-230.

Xu, J., L. Zeng, X. Luo, Y. Wang, Y. Fan, S. Gong. 2013. Reovirus infection emerged in cultured channel catfish, Ictalurus punctatus, in China. Aquaculture 372–375: 39–44.

Nombre Común: Esturión Blanco

Nombre Científico: Acipenser transmontanus (Richardson, 1836)

Clasificación Taxonómica: Clase: Actinopterygii Orden: Acipenseriformes Familia: Acipenseridae Género: Acipenser

1. Descripción.

Forma clásica del esturión o genero Acipenser, cabeza alargada con boca en la parte inferior, con 4 barbillones, Cuerpo alargado con piel sin escamas salvo 5 líneas paralelas de placas cartilaginosas muy resistentes, tiene aletas primitivas sin divisiones y sin radios visibles, la caudal tiene forma de V (similar a un tiburón blanco). El color dorsal de un esturión blanco es gris oliva, pálido, gris o marrón, y su abdomen como es clásico en los esturiones es de color Blanco, estas tonalidades muy claras le dan su nombre y lo diferencian de sus primos (Conte, 1988).

2. Estado de Importación de la Especie en Chile.

En Chile, en el año 1993, la Fundación Chile y la empresa Aguas Claras, introdujeron por primera vez al esturión blanco (Acipenser transmontanus) provenientes de Sacramento, California (OCDE, 2009; Silva, 2009. En: Revista Aqua). Esta especie se encuentra en el listado de Recursos Hidrobiológicos de cultivo experimental o piloto (Subpesca, 2013. En: Introducción a la acuicultura) y como recurso hidrobiológico de cultivo comercial potencial en Chile (Subpesca, 2003. En: Política Nacional de Acuicultura).

Para tramite de importar especie para consumo humano se debe seguir procedimiento de Reglamento de importación de especies hidrobiológicas (Decreto Supremo D.S. N° 730/1995, Resolución Exenta N° 2568/ 2011), el cual puede obtener desde la web de la Subsecretaria de Pesca y Acuicultura.

3. Ciclo Biológico y Biología Reproductiva.

En el medio natural, los esturiones no desovan todos los años, sino que realizan puestas con intervalos de 1 a 4 años durante el transcurso de su vida. La reproducción se presenta desde la primavera hasta el verano, teniendo lugar en los ríos que contienen sustratos de grava o de algún otro material parecido, la puesta la realizan en zonas con profundidades entre los 5 y 10 metros y velocidad de corriente de 1 m/s. Después de la ovoposición, el huevo fecundado desarrolla una capa adherente que le permite pegarse a los sustratos para no ser arrastrado por la corriente; los huevos tienen un tamaño que oscila entre 1,8 mm a 4 mm; el color de los huevos puede ser marrón, verde grisáceo o naranja. Después de la eclosión aparecen larvas que presentan una talla promedio de 10 mm, las cuales presentan saco vitelino, mediante el cual se alimento los primeros días de vida. El periodo larvario es corto, y termina cuando aparece el rostro y los escudos lo cual sucede a los veinte días de vida aproximadamente. Durante la fase juvenil permanecen en agua dulce de dos a tres años y después migran a zonas marinas en donde continúan su crecimiento y alcanzan la madurez sexual. En su etapa adulta, los esturiones se dirigen rio arriba, para la reproducción y desove, después regresan a aguas marinas ´o cerca de la costa, donde se mantienen el resto de su ciclo de vida. Se han encontrado especímenes de hasta 104 años de vida (Conte, 1988). En cuanto al crecimiento, los parámetros estimados de acuerdo al modelo de crecimiento en longitud de Von Bertalanffy son los siguientes; L∞ = 350,0 cm, K = 0,04 y t0 = 2,28 años y para la relación longitud/peso son; a = 0,0029 y b = 3,23 (Fishbase. En: FAO, 2013).

La representación gráfica de las ecuaciones anteriores se presenta en las siguientes figuras:

Figura 1: Gráfico de Crecimiento en Longitud y Peso para Esturión Blanco. Fuente: Elaboración Propia a partir de los datos estimados en Fishbase (FAO, 2013).

Figura 2: Gráfico de la Relación Longitud – Peso para Esturión Blanco. Fuente: Elaboración Propia a partir de los datos estimados en Fishbase (FAO, 2013).

4. Distribución Geográfica.

La especie está presente en Pacífico Oriental: Alaska Bahía de Monterey, California, Rio Columbia, Montana, y quizás en Lago Shasta en California, EE.UU. Trasladada al Rio Colorado, Arizona en los EE.UU. Se ha reportado en el norte de Baja California, México. Considerado como vulnerable en Canadá (Conte, 1988; Fishbase. En: FAO, 2013).

5. Ecología.

Se alimenta de animales bentónicos así como de moluscos, invertebrados y peces que se dejen capturar, a diferencia de otros esturiones es un cazador activo en la juventud, hasta alcanzar los 100 cm cuando su actividad física se reduce mucho (Conte, 1988).

6. Antecedentes de Tecnología de Cultivo.

Existen varios tipos de cultivos, el principal es el cultivo intensivo, en el cual todos los factores físicos y químicos son controlados para obtener los mejores niveles de producción, con garantía en la calidad y en la cantidad, aunque los costos de producción son elevados.

El cultivo del esturión comienza con la obtención de reproductores, en quienes se buscan las mejores características de talla y de peso; las hembras y los machos deben poseer un abdomen bien desarrollado para asegurar el éxito reproductivo, estos ejemplares pueden tener tamaños de hasta 800 Kg, con tallas de hasta 1 m, edad de reproducción entre 11 a 34 años en hembras y de 9 a 22 años en machos (Conte, 1988; Tecrenat, 2008). Los reproductores se colocan, en estanques con dimensiones y condiciones adecuadas a su tamaño, para la aclimatación. En el cultivo se han desarrollado técnicas para la inducción a la reproducción como inyecciones en la pituitaria, aplicaciones de hormonas provenientes de la hipófisis del esturión y la más utilizada actualmente es la aplicación de la hormona gonadotropina coríonica humana; también se ha implementado el uso de cesáreas para extraer los óvulos o por sonda o por masaje abdominal; estos óvulos pueden permanecer hasta 16 horas siendo viables, antes de ser fecundados (Conte, 1988).

Las etapas larvaria y juvenil son las que necesitan mayor atención sobre todo en la alimentación, debido al cambio del alimento endógeno al exógeno (Hamlin et al., 2006). En la etapa larvaria después de haber consumido el vitelo, la alimentación ideal consiste en partículas pequeñas y suaves fácilmente detectadas por las barbillas quimiorreceptoras. A partir de la etapa juvenil se puede administrar alimento vivo como copépodos, Daphnia, Artemia, rotíferos y algunas especies de gusanos o alimentos formulados, según las facilidades de acceso a alguno de ellos. Las cantidades deben ser suficientes para proporcionar los nutrientes necesarios pero procurando que no quede comida, sin ingerir, en los estanques para evitar la proliferación de protozoarios y bacterias y evitar que baje la calidad del agua (Conte, 1988).

Para la engorda la densidad de siembra en sistema intensivo de 11 peces/m2 en estanques con aireación y flujo de agua bajo y 27 peces/m2 en estanques con aireación y flujo de agua abundante (Tecrenat, 2008; Michaels, 2013; Mims et al., 2002). Para esta especie se registra un crecimiento diario de 4,72 g/día, alcanzando 1500 g en 12 meses, con un peso inicial de siembra de 500 g y una TCA = 0,14 kg/mes. Respecto de la alimentación se obtiene FCR de 1,0:1,4 en juveniles y 1,6:2,0 en adultos. En estanques con alimento balanceado y rendimiento entre 44 ton/Ha, en cultivo intensivo en estanques (Mims et al., 2002).

Tabla 1: Propiedades Físicas y Químicas de un Cuerpo de Agua para cultivo de Esturión Blanco

Parámetro Unidad Valor Parámetro Unidad Valor Temperatura ºC 20 - 26 Plomo mg/L < 0,02

Oxígeno mg/L > 5 Alcalinidad mg/L CaCO3 50 - 400

pH Unidades 6,5 Amonio mg/L < 0,5

Arsénico mg/L <0,05 Cloruros mg/L < 200

Boro mg/L < 0,75 Dureza mg/L 50 - 400

Cadmio mg/L < 0,0050 Fosfatos mg/L < 0,1 Calcio mg/L 4 - 160 Nitratos mg/L < 400 Cobre mg/L 0,03 Nitritos mg/L 0,19 Fósforo mg/L < 3 Sulfatos mg/L < 50 Hierro mg/L < 0,1 Sulfuro Total mg/L < 0,002 Magnesio mg/L <15 Colif. Fec NMP/100 ml <100 Mercurio mg/L <0,02 Colif. Tot NMP/100 ml <1000 Fuente: Mims, 2002; Mata et al., 2007; Timmons et al., 2002; NCh1333.Of. 78/Mod. 1987.

7. Antecedentes Sanitarios.

Existe conocimientos que las enfermedades que afectan al esturión cultivado son por causas virales, ectoparásitos y hongos. Se considera de mayor preocupación, mayor potencial de daño y mortalidad son las provocadas por virus, que incluyen irridiovirus esturión blanco (WSIV) y dos tipos de virus del herpes.

Tabla 2: Enfermedades Esturión Blanco Enfermedades Bacterianas Enfermedades Virales Enfermedades Parasitarias Epitheliocystis (Chlamydia sp.) irridiovirus esturión blanco (WSIV) Aeromonosis( Aeromonas Herpesvirus del esturión blanco tipo 1 Hydrophila (WSHV-1) Infección por Streptococcus sp. Herpesvirus del esturión blanco tipo 2 Edwardsiellosis (Edwardsiella (WSHV-2) tarda) Adenovirus esturión blanco (WSAV) Enfermedad de la boca roja (Yersinia )ruckeri Donde: (*) Enfermedad en Listado de la OIE, (1) En lista 1 de Enfermedades de Alto Riesgo, (2) En lista 2 de Enfermedades de Alto Riesgo, (3) En lista 1 de Enfermedades de Alto Riesgo. Fuente: Fishbase (FAO, 2013); Michaels (2013); Mims et al. (2002); Resolución Exenta N°1741. 2013. Establece clasificación de enfermedades de alto riesgo. Ministerio de Economía Fomento y Turismo.

8. Antecedentes de Introducción en otros países.

De acuerdo a información registrada por FAO, se conoce la introducción de esta especie en 4 países, no conociéndose aun efectos ecológicos causados por esta especie en dichas zonas.

Tabla 3: Introducción de Esturión Blanco Fecha / Periodo De A Establecido Ecol. efectos Desconocido Desconocido Chile Desconocido Desconocido Desconocido Desconocido Alemania No establecido Desconocido 1987 Desconocido Italia Probablemente establecido Desconocido 1997 EE.UU. Israel No establecido Desconocido Fuente: Fishbase (FAO, 2013). 9. Antecedentes de Mercado y Comercialización.

El esturión es un producto considerado de lujo, por lo que en el cultivo se prefiere la calidad a la cantidad producida. La calidad de los huevos (caviar) se puede medir por la cantidad de calorías, grasas y proteínas así como pequeñas cantidades de nutrientes como calcio, magnesio, potasio, sodio y vitamina B, pero no deben contener carbohidratos. Los productos del esturión son procesados de diferentes maneras según el mercado al que se envía. El caviar se puede comercializar fresco, sin conservadores ni colorantes, o procesado y envasado. La carne se puede comercializar envasada sin conservadores o colorantes y otras veces ahumada. Algunas vísceras son aprovechadas, como la vejiga natatoria que se procesa para obtener gelatina de alta calidad, también se obtienen aceites del hígado del esturión. Los precios del caviar alcanzaron en 2006 $180 dólares por onza, siendo los países de Europa central y Estados Unidos de Norte América los que más lo consumen. Con respecto a su carne, cabe mencionar que los organismos que pesan más de 1,5 kg son destinados al consumo humano. En 1998, la Convención sobre el Comercio Internacional de Especies Amenazadas de Fauna y Flora Silvestres (CITES) reglamento su comercio internacional con sanciones a la explotación y al comercio ilegal en las que se tomaron medidas para controlar la procedencia y cantidad del producto comercializado (Mata et al., 2007).

Los precios correspondientes al año 2012 son de US 10-16/Kg, entero y, US 28 a US 34/Kg el filete (NWWP Fish Market, 2013).

De acuerdo a los datos reportados por FAO para el 2011, esta especie registró una producción total de 300 toneladas, valorizadas en US$ 24.000 millones, siendo Estados Unidos el único productor (Figura 3, Tablas 5 y 6). (Fishstat J. FAO, 2013).

Figura 3: Producción acuícola mundial Esturión Blanco en cantidad y valor para el periodo 2005 – 2011. Fuente: Elaboración propia a partir de los datos de Fishstat J (FAO, 2013).

Tabla 4: Producción acuícola Esturión Blanco (Toneladas) Periodo 2005 al 2011 por país y año. País 2005 2006 2007 2008 2009 2010 2011 Estados Unidos de América 150 150 150 200 200 200 300 Italia . . . 430 . . . Total Producción Mundial (toneladas) 150 150 150 630 200 200 300 Fuente: Fishstat J (FAO, 2013).

Tabla 5: Producción acuícola Esturión Blanco (Miles de dólares) Periodo 2005 al 2011 por país y año. País 2005 2006 2007 2008 2009 2010 2011 Estados Unidos de América 11.250 11.250 11.250 16.000 16.000 16.000 24.000 Italia . . . 8.227 . . . Total Producción Mundial (miles de US$) 11.250 11.250 11.250 24.227 16.000 16.000 24.000

10. Referencias Bibliográficas Consultadas.

Conte, F., S. Doroshov and P. Lutes. 1988. Hatchery manual For The White Sturgeon Acipenser transmontanus Richarson, with application to other North American Acipenseridae. USA. 119 pp. Disponible en http://www.fishsciences.net/projects/columbia_sturgeon/_pdfs/18- Hatchey_manul_wh-sturg.pdf. Consultado en Septiembre 3 de 2012.

Decreto (DS) 730, Resolución 2568. 2011. Reglamento de internación de especies, Ministerio de Economía Fomento y Turismo. Valparaíso. 35 pp. En: http://www.subpesca.cl Consultado en Octubre 6 de 2012 FishstatJ, FAO. 2013. base de datos FAO actualizada al año 2011. En: http://www.fao.org. Consultado Julio 23 de 2013.

Mata, J. A., T. Castro, L. Castro Nieto y M. Rodríguez. 2007. El esturión, un recurso poco conocido en México. Contactos 64: 49–54 pp. En http://www.izt.uam.mx/newpage/contactos/anterior/n64ne/esturion.pdf. Consultada 15 agosto 2013.

Michaels, J. 2013. Sturgeon Culture in North America Mote Marine Laboratory. Sarasota, Florida, USA. En: http://www.allera_aqua.pl/projects/crm/resources/mediafolder/WYDARZENIA/2012_11%20konf %20jesiotr/Sturgeon%20Culture%20in%20North%20America_J.Michaels.pdf. Consultada 15 agosto 2013.

Mims, S.D., A. Lazur, W.L. Shelton, B. Gomelsky and F. Chapman. 2002. Production of Sturgeon. SRAC Publication No. 7200, 1-8 pp.

Norma Chilena Oficial: NCh1333.Of78. En: www.conemi.net/normativa/NCh1333-1978%20Mod- 1987.pdf, consultada el 20 octubre 2012.

NWWP Fish Market. 2013. Wild Columbia River Sturgeon. Northwest Wild Products Seafood Market Astoria Oregon. En: http://northwestwildproducts.com/seafood/columbia_river_sturgeon. Consultada en Julio 15 de 2013.

OCDE. 2009. Políticas de pesca y acuicultura de Chile. Informe de Base. ISBN 978-92-64-07719-5 (PDF). 145 pp. En: http://browse.oecdbookshop.org/oecd/pdfs/product/5309044e.pdf. Consultado en Octubre 7 de 2013.

Silva, G. 2009. En Chile se reactiva el interés por el esturión. Revista Aqua. En: http://comunicacionesfchile.files.wordpress.com/2012/12/revistaaqua2.pdf, Consultada en Agosto 23 de 2012.

Subpesca. 2003. Política Nacional de Acuicultura. Subsecretaría de Pesca y Acuicultura. 76 pp. En: http://www.subpesca.cl/institucional/602/articles-60019_recurso_1.pdf. Consultado en Agosto 15 de 2013. Subpesca. 2013. Introducción a la acuicultura. Subsecretaría de Pesca. En: http://www.subpesca.cl/publicaciones/606/w3-article-7131.html. Consultado en Agosto 15 de 2013.

Tecrenat. 2008. Cultivo de Esturiones. Explotaciones no Tradicionales. Facultad de Ciencias Universidad de la Republica, Uruguay. En: http://tecrenat.fcien.edu.uy/Cultivo%20de%20esturiones.pdf. Consultada 6 enero 2013.

Timmons, M., J. Ebeling, F. Wheaton, S. Summerfelt and B. Vinci. 2002. Recirculating Aquaculture Systems. Northeastern Regional Aquaculture Center. E.U.A. 769 pp. Edición en español. Parada, G. y M. Hevia. 2002. Sistemas de Recirculación para la Acuicultura. Segunda Edición. Fundación Chile. Chile. http://fishbase.org/summary/Acipenser-transmontanus.html. Consultada 6 octubre 2012. http://fishbase.org/Introductions/IntroductionsList.php?ID=2594&GenusName=Acipenser&Specie sName=transmontanus&fc=32&StockCode=2790. Consultada 6 octubre 2012. http://fishbase.org/Diseases/DiseasesList.php?ID=2594&StockCode=2790. Consultada 6 octubre 2012. http://northwestwildproducts.com/seafood/columbia_river_sturgeon. Consultada 6 agosto 2013.

Nombre Común: Paiche o Pirarucú

Nombre Científico: Arapaima gigas (Schinz 1822)

Clasificación Taxonómica Clase: Actinopterygii Orden: Osteoglossiformes Familia: Osteoglossidae Género: Arapaima

1. Descripción.

Presenta color castaño claro en el dorso y blanquecino en la región ventral que cambia a rojo ladrillo durante la época de reproducción. Su cabeza es pequeña en relación al cuerpo, representa el 10% del peso corporal total. La boca es grande de posición superior y oblicua, provista de numerosos dientes pequeños. Posee lengua grande de naturaleza ósea. El cuerpo es alargado y revestido de escamas grandes y gruesas escamas cicloideas (Flores-Nava et al., 2010).

Anatómicamente presenta un sistema branquial que muestra un grado relativo de atrofia que le es insuficiente para abastecer de oxígeno a su gran masa corporal. La vejiga natatoria presenta numerosas trabéculas semejando un pulmón y funciona como órgano respiratorio principal. La modificación de la vejiga consiste en que las paredes internas de este órgano han desarrollado un profuso tejido vascular que contribuye a aumentar la superficie y que sirve para el intercambio de gases entre la atmósfera y la sangre circulante por los capilares, tal como ocurre en los pulmones. La capacidad de la vejiga, es muy grande pues ocupa totalmente la parte dorsal de la cavidad abdominal, comunicándose con la parte posterior de la garganta, saliendo frente a la glotis. Un Paiche adulto puede permanecer sumergido en el agua máximo 40 minutos; esto lo hace cuando es perseguido, pero normalmente sale a la superficie a tomar aire a intervalos de 10 a 15 minutos. Los jóvenes realizan esta actividad con más frecuencia: los alevines de 2,5 cm, salen a la superficie cada 2 a 3 segundos; los de 5 cm, cada 6 a 8 segundos y los de 8 a 10 cm, aproximadamente cada minuto (Franco y Peláez, 2007).

2. Estado de Importación de la Especie en Chile.

Especie exótica, que se encuentra dentro de la nomina de las especies hidrobiológicas vivas no transgénicas cuya importación ha sido autorizada para su cultivo o mantención en circuito controlado como pez de ornamento (Decreto Supremo D.S. N° 730/1995, Resolución Exenta N° 2568/ 2011). Tramite para importar especie de consumo humano se debe seguir procedimiento de Reglamento de importación de especies hidrobiológicas, el cual puede obtener desde el sitio web de la Subsecretaría de Pesca y Acuicultura.

3. Ciclo Biológico y Biología Reproductiva.

Tanto los machos como las hembras presentan una sola gónada desarrollada, en el lado izquierdo. El testículo es alargado y casi cilíndrico. El ovario en desarrollo tiene aspecto foliar y cuando está en proceso de maduración tiene un aspecto voluminoso, con óvulos visibles a simple vista, de color rojo, blanco y verdoso. El ovario presenta numerosos pliegues transversales, entre los que se desarrollan los óvulos. La maduración de los óvulos del Paiche es de tipo asincrónico, es decir, la maduración ocurre en grupos y en consecuencia, el desove es de tipo parcelado. Los óvulos con mayor desarrollo presentan un color verde azulado. El Paiche se reproduce durante todo el año, con un período de máxima intensidad entre septiembre y diciembre, que coincide con el inicio del período de lluvias. El Paiche se reproduce en estanques a los cinco años, pero el número de crías por desove es variable y sujeto a causas de mortalidad diversas. En estado juvenil no es posible la diferenciación del sexo, por su morfología externa. Solo cuando es adulto y sobre todo cuando ya está formada la pareja se aprecian diferencias en la coloración y el tamaño. El macho presenta un color rojo intenso a los lados del cuerpo y la región de la cola, mientras que la hembra presenta una coloración menos intensa. En cuanto al tamaño, las hembras son ligeramente más robustas que los machos. Antes de la formación de la pareja dominante se producen peleas y es frecuente observar agresión entre individuos que, en ocasiones, termina con la muerte de los peces de menor porte. La pareja dominante establece su territorio y lo defiende activamente de otros individuos de su especie o de otras especies, incluyendo el hombre. Este comportamiento se mantiene durante la construcción del nido, el desove, la fase larval y el período de alevinaje. La pareja elige su zona de nidificación en la zona litoral, con una profundidad menor a un metro, de preferencia en áreas de suelo firme, sin vegetación y sin fango. El nido tiene una profundidad de 20 cm y un diámetro de 60 cm, aproximadamente. Una vez que se realiza la puesta y fecundación en el nido, la pareja cuida los huevos, mientras se cumple el desarrollo del embrión. Al término de este período se produce la salida de las crías, con una longitud aproximada de un centímetro. Tanto la hembra como el macho proporcionan protección a su prole desde el momento de la puesta. El macho es directamente responsable de la protección del cardumen de larvas y pequeños alevinos, mientras que la hembra permanece cuidando el territorio, en círculos y siempre en torno al Paiche macho y sus crías (Alcántara et al., 2006).

En cuanto al crecimiento, los parámetros estimados de acuerdo al modelo de crecimiento en longitud de Von Bertalanffy son los siguientes; L∞ = 451,9 cm, K = 0,09 y t0 = 0,83 años y para la relación longitud/peso son; a = 0,0278 y b = 2,79 (Fishbase. En: FAO, 2013).

La representación gráfica de las ecuaciones anteriores se presenta en las siguientes figuras.

Figura 1: Grafico de Crecimiento en Longitud y Peso para Paiche. Fuente: Elaboración Propia a partir de los datos registrados en Fishbase.org, FAO, 2013

Figura 2: Relación Longitud – Peso para Paiche. Fuente: Elaboración Propia a partir de los datos registrados en Fishbase.org, FAO, 2013

4. Distribución Geográfica.

Es una especie endémica del río Amazonas y algunos de sus afluentes en Perú, Ecuador, Brasil y Colombia. También se distribuye en los ríos Madre de Dios (Perú), Beni (Bolivia) y Esequibo (Guyana). En Ecuador, algunos pescadores de la Amazonía reportan desembarques de capturas en Puerto El Carmen (río San Miguel) y en Tiwintza (río Morona), así como avistamientos en la laguna de Cuyabeno, y en el río Napo (Flores-Nava et al., 2010).

5. Ecología.

El Paiche pez de preferencias carnívoras, a pesar de que su tracto digestivo pudo haber sido filtrador en origen. Los juveniles se alimentan principalmente de peces pequeños, decápodos, moluscos e insectos, pero pueden ser oportunistas tomando sus presas del ambiente (e.g. partes vegetales). Los peces adultos son más selectivos con las presas y pueden consumir aproximadamente el 6% de su masa corporal al día. Prefieren peces de tamaños medianos (Characidae, Cichlidae, Prochilodontidae, Anostomidae y Loricariidae), decápodos (Macrobrachium sp.) y algunas veces tortugas pequeñas (Podocnemidae). Esta especie utiliza los sentidos del olfato y el tacto más que el de la visión para ubicar las presas. Su actividad alimenticia es más intensa durante la noche y produce una agitación con la cabeza y/o la cola en la superficie del agua cuando una presa es atrapada. En la Amazonía Colombiana se ha encontrado una relación inversa entre el estado de condición y los niveles de agua; durante la época seca pueden conseguir sus presas más fácilmente ya que se encuentran concentradas en los lagos y ríos pequeños. Generalmente habita ríos de corriente suave y lagunas poco profundas con abundante vegetación flotante, teniendo preferencia por los lagos de tercer orden de tipo eutrófico, conocidos por los lugareños como “Cochas” (palabra kichwa que significa laguna). Frecuenta las orillas con densa vegetación, entre ellas gramíneas como Echinocloa polyastachia y Paspalum repetis. En la zona del río Pacaya, parte baja del río Ucayali en el Perú, las especies vegetales Pistia stratiotes, Neptunia olerácea y Eichhorrnia azurea son preferidas por el Paiche como protección. También se ha descrito su presencia en bosques inundados por lluvias y deshielo en los Andes. Entre los peces predadores de Paiches juveniles se señalan en primer lugar a las pirañas (Serrasalmus sp.), que son muy abundantes en el hábitat del Paiche, y en segundo lugar al shuyo (Erythrinus erythrynus), al tucunaré (Cichla ocellaris) y al acarahuazú (Astronotus ocellatus). En los adultos, la piel cubierta de grandes escamas y su gran corpulencia constituyen su principal protección natural. (Carvajal et al., 2012).

6. Antecedentes de Tecnología de Cultivo.

Existen antecedentes del dominio de la tecnología de cultivo a nivel comercial en Brasil y en Perú. En tanto, que en Colombia se ha trabajado a nivel experimental y piloto solamente (FAO, 2013. En: Programa de información de especies acuáticas. Arapaima gigas 2012-2013; Franco y Peláez, 2007; Nuñez et al., 2011; Correa et al., 2012; Fishbase. En: FAO, 2013).

Es una especie que ha suscitado interés de cultivo en virtud de su acelerado crecimiento y rusticidad. A través de diversos ensayos y cultivos piloto en Ecuador, Perú y Brasil, se demostró que el Paiche puede ser cultivado con dietas artificiales con altos niveles de proteína. De estas experiencias se viene conduciendo una serie de cultivos en diversas modalidades, tanto en estanques como en jaulas flotantes, con resultados alentadores. A continuación, se describe la tecnología de cultivo para esta especie según lo descrito por Franco y Peláez (2007).

Cultivo en estanque:

Los estanques para el cultivo de Paiche deben tener las condiciones mínimas utilizadas normalmente para un estanque de piscicultura como son: un sistema de evacuación total del agua, un desnivel de mínimo 5%, diques compactos, terreno arcilloso para evitar la filtración del agua, entre otras.

Precría:

Cuando los alevinos tienen 15 cm, se da inicio a la precría. La precría se debe desarrollar en un estanque pequeño (máximo 400 m2) para facilitar su manejo. La densidad de siembra recomendada es de 2,5 peces/m2 con pesos promedio de 40 g/pez; se deben alimentar hasta la saciedad (concentrado al 45% de proteína o con peces pequeños vivos o en trozos dos veces al día durante 20 días) hasta que alcancen un peso promedio de 150 g y una longitud de 25 cm; momento en el se da inicio a la etapa de engorda.

Engorda:

En esta etapa se recomienda utilizar estanques con áreas superiores a los 500 m2, ya que presentan una mayor estabilidad térmica y biológica. Existen dos metodologías para el engorda del Paiche en estanques; con alimento concentrado al 40 - 45% de proteína en donde se utilizan densidades de siembra de 1 pez/4,3 m2. La segunda con alimento vivo, el estanque donde se desarrolla este tipo de cultivo se debe adecuar para la producción de peces forrajeros, sembrando estos a una densidad de 2,5 peces/m2. Cuando la población presa muestra signos de abundancia, se deben sembrar los alevinos de Paiche. Esta técnica de cultivo se desarrolla utilizando densidades de siembra de 1 pez/15 m2.

Cultivo en jaula:

Existe también la tecnología para el cultivo en Jaulas flotantes, las cuales son estructuras con dimensiones de 10 x 10 x 3 m (250 m³ sumergido), alineadas a 2 m de distancia. La Capacidad de soporte por jaula es de 20 Ton. Manejando una densidad de siembra 1.000 Paiches por jaula, a razón de 4 peces /m³, hasta los 12 meses o 12 Kg por Paiche.

El Índice de conversión alimenticia para Paiche varía entre 1:1,6 para alimento balanceado, y 1:4 con alimento vivo, con un crecimiento de 28,9 grs. /día y un rendimiento de biomasa de 8 a 15 Toneladas/Hectárea/Año alimento vivo (peces de forraje) y alimento concentrado respectivamente para cultivo en estanques (FAO, 2013. En: Programa de información de especies acuáticas. Arapaima gigas 2012-2013; Franco and Peláez, 2007; Correa y Silva, 2012).

Tabla 1: Propiedades Físicas y Químicas de un Cuerpo de Agua para cultivo de Paiche Parámetro Unidad Valor Parámetro Unidad Valor Temperatura °C 25 - 35 Plomo mg/L < 0,02 Oxígeno mg/L 4,5 - 10,6 Alcalinidad mg/L CaCO3 90 - 250 pH Unidades 5 Amonio mg/L <0,2 Arsénico mg/L <0,05 Cloruros mg/L < 200 Boro mg/L < 0,75 Dureza mg/L 60 - 150 Cadmio mg/L < 0,0050 Fosfatos mg/L < 0,1 Calcio mg/L 4 - 160 Nitratos mg/L < 400 Cobre mg/L 0,03 Nitritos mg/L <0,05 Fósforo mg/L 3 Sulfatos mg/L < 50 Hierro mg/L <0,15 Sulfuro Total mg/L < 0,002 Magnesio mg/L <15 Colif. Fec NMP/100 ml <100 Mercurio mg/L <0,02 Colif. Tot NMP/100 ml <1000 Fuente: Flores-Nava (2010); Brown (2010); FAO (2010), Correa y Silva (2012); Timmons, et al. (2002); NCh1333.Of. 78/Mod. 1987.

7. Antecedentes Sanitarios.

Hasta el momento se registran solo enfermedades parasitarias que afectan al Paiche

Tabla 2: Enfermedades Paiche Enfermedades Enfermedades Virales Enfermedades Enfermedades Fúngicas Bacterianas Parasitarias Infección por Monogenoide Infección por Trichodina sp Infección por Ichthyobodo sp Infección por Argulidae Infección por Terranova serrata Infección por Camallanus tridentatus Infección por Goezia spinulosa Donde: (*) Enfermedad en Listado de la OIE, (1) En lista 1 de Enfermedades de Alto Riesgo, (2) En lista 2 de Enfermedades de Alto Riesgo, (3) En lista 1 de Enfermedades de Alto Riesgo. Fuente: FAO, 2013. En: Programa de información de especies acuáticas. Arapaima gigas 2012-2013; Resolución Exenta N°1741. 2013. Establece clasificación de enfermedades de alto riesgo. Ministerio de Economía Fomento y Turismo.

8. Antecedentes de Introducción en otros países.

Introducido desde la cuenca del Ucayali hasta la cuenca de Madre de Dios en Perú y ahora se ha extendido por toda la cuenca amazónica del norte de Bolivia. También se ha trasladado hacia el noreste y el sur de Brasil y algunas zonas costeras de Perú. También se ha informado de que Arapaima también se ha introducido en China, Cuba, México, Filipinas, Singapur y Tailandia. (FAO, 2013. En: Programa de información de especies acuáticas. Arapaima gigas 2012-2013).

Tabla 3: Introducción de Paiche Fecha / Periodo De A Establecido Ecol. efectos Desconocido Desconocido Malasia No hay datos No hay datos Desconocido Hong Kong Tailandia Probablemente establecido Probablemente algunos Desconocido Singapur Tailandia Probablemente establecido Probablemente algunos 1964 Brasil México No establecido Desconocido 1973 Perú Cuba No establecido Desconocido 1990 América del Sur China Desconocido Desconocido 1992 Desconocido Filipinas Desconocido Desconocido 2000 Desconocido Singapur Probablemente no establecido Probablemente ninguno Fuente: Fishbase (FAO, 2013).

9. Antecedentes de Mercado y Comercialización.

El Paiche es exportado como pez ornamental desde Perú, Brasil y Colombia, siendo Brasil quien lidera las exportaciones, pero debido a su rápido crecimiento e importante tamaño, el número de personas que pueden adquirir esta especie es limitado. Sin embargo, desde 1977 hasta 2004, aproximadamente 87.000 ejemplares fueron vendidos a nivel mundial. Entre los países importadores se incluyen Japón, China y los Estados Unidos. El mayor consumo de Paiche como alimento se presenta en Brasil, seguido de Colombia, zona Amazónica (Mueller, 2006).

Sólo existen estadísticas aisladas de su producción, derivada en más del 98% de la captura; por ejemplo en Perú se reporta una drástica reducción en la producción, de 25.000 toneladas en 1990, a 155 toneladas en 2002. Las estadísticas reportadas a la FAO hasta el 2009, indican que el único país productor de esta especie a través de acuicultura es Brasil, con la excepción de 2 toneladas producidas por Perú el año 2004. La carne es vendida fresca o seco-salada en rollos. Es considerado el pez de mayor precio en la Amazonía convirtiéndole en la presa más cotizada por los pobladores, siendo antiguamente la carne del Paiche considerada como la principal fuente de proteína de la Amazonía (Flores-Nava et al., 2010).

Figura 3: Producción acuícola mundial Paiche en cantidad y valor para el periodo 2005 – 2011. Fuente: Elaboración propia a partir de los datos de Fishstat J (FAO, 2013).

El precio en el mercado internacional es USD 20-25/kg en Europa y para los Estados Unidos de América y USD 12-15/kg, un aspecto importante del comercio internacional de esta especie es su regulación CITES (FAO, 2013. En: Programa de información de especies acuáticas. Arapaima gigas 2012-2013).

De acuerdo a los datos reportados por FAO para el 2011, esta especie registró una producción total de 1.559 toneladas, valorizadas en US$ 21.111 millones, siendo Brasil el principal productor con 1.137 ton, seguido de Perú con 422 toneladas (Figura 3, Tablas 4 y 5) (Fishstat J. FAO, 2013).

Tabla 4: Producción acuícola Paiche (Toneladas) Periodo 2005 al 2011 por país y año. País/Año 2005 2006 2007 2008 2009 2010 2011 Brasil 9 10 6 7 8 10 1.137 Perú 14 2 - 1 3 48 422 Total Producción Mundial (Toneladas) 23 12 6 8 11 58 1.559 Fuente: Fishstat J (FAO, 2013).

Tabla 5: Producción acuícola Paiche (Miles de Dólares) Periodo 2005 al 2011 por país y año. País/Año 2005 2006 2007 2008 2009 2010 2011 Brasil 117 130 78 91 104 130 14.781 Perú 210 30 - 15 45 720 6.330 Total Producción Mundial (miles de US$) 327 160 78 106 149 850 21.111 Fuente: Fishstat J (FAO, 2013).

10. Referencia Bibliográfica Consultada.

Alcántara, F., Wust, W., Tello, S., Rebaza, M., Del Castillo, D., Paiche, El Gigante del Amazonas. Instituto de Investigaciones de Amazonia Peruana. 70pp.

Carvajal, F., P. Van Damme, L. Cordova y C. Coca. 2012. La Introducción de Arapaima gigas en la amazonia Boliviana. En Van Damme, P.A., F. Carvajal-Vallejos y C. Molina. 2012. Los peces y delfines de la Amazonía boliviana: hábitats, potencialidades y amenazas. Cochabamba, Bolivia. Edit. INIA: 367–395. En: http://www.faunagua.org/biblioteca/3Cap15.pdf. Consultado en Agosto 30 de 2012.

Correa, G., Silva, L. 2012. Producción Sostenible del Pirarucú. Rev. cienc. anim. Bogotá-Colombia n. º 5. pp. 7-19. 2012.

FAO 2012-2013. Cultured Aquatic Species Information Programme. Arapaima gigas. Cultured Aquatic Species Information Programme. Text by Nuñez, J. En http://www.fao.org/fishery/culturedspecies/Arapaima_gigas/en#tcNA0019 Consultado en octubre 6 de 2012. FAO. FishstatJ, base de datos FAO actualizada al año 2011. En: http://www.fao.org. Consultado Julio 23 de 2013.

Flores-Nava, A., P. Ancona, A. Brown, J.F. Nogueira, J.L. Campos, M.T. Rojas, O. Vicuña, R. Roubach y J.D. Scorvo. 2010. Peces nativos de agua dulce de América del Sur de interés para la acuicultura: Una síntesis del estado de desarrollo tecnológico de su cultivo. FAO. 204 pp. Disponible en http://www.fao.org/docrep/014/i1773s/i1773s00.htm. Consultado en Septiembre 3 de 2012.

Franco, H. and M. Peláez. 2007. Cría y Producción de Pirarucú en Cautiverio: Experiencias en el Piedemonte Caqueteño. Florencia (Caquetá-Colombia). Universidad de la Amazonia. ISBN 978- 958-8286-30-3. 50 pp. En: http://www.ibcperu.org/doc/isis/13475.pdf. Consultado en Septiembre 3 de 2012.

Mueller. 2006. Arapaima gigas. Market Study Current status of Arapaima global trade and perspectives on the Swiss, French and UK markets. Published by the United Nations Conference on Trade and Development. UNCTAD. 2006. 51 pp.

Norma Chilena Oficial: NCh1333.Of78. En: www.conemi.net/normativa/NCh1333-1978%20Mod- 1987.pdf, consultada el 20 octubre 2012.

Nuñez, J., F. Chu-Koo, M. Berland, L. Arevalo, O. Ribeyro, F. Duponchelle, and J. F. Renno. 2011. Reproductive success and fry production of the paiche or pirarucu, Arapaima gigas (Schinz), in the region of Iquitos, Peru: Aquaculture Research, v. 42, p. 815-822.

Nombre Común: Langosta de Agua Dulce (Red Claw)

Nombre Científico: Cherax quadricarinatus (Von Martens, 1868)

Clasificación Taxonómica Clase : Malacostraca Orden : Decápoda Familia : Parastacidae Género: Cherax

1. Descripción.

Las características básicas de los crayfish es la presentación de un cuerpo dividido en abdomen cola y cefalotórax (tórax y cabeza) cubierto por un caparazón que protege los órganos internos y termina en el frente en un rostro puntiagudo. Poseen prominentes ojos, pero su vista es muy pobre. Los órganos sensoriales están constituidos por las largas antenas y anténulas sensitivas que son utilizadas para el tacto y el gusto, localizando así, su potencial alimento y apreciando distintos factores de calidad de agua (temperatura, salinidad, etc.). Poseen una serie de patas (ambulatorias, con pinzas) y cada uno de los segmentos abdominales (6) presenta un par de apéndices articulados. Los pleópodos, natatorios, se ubican en la zona ventral. La hembra sostiene los huevos mediante finos pelos existentes en las márgenes de los pleópodos, en el 6° segmento, donde se ensancha formando junto al último segmento (telson) un abanico que actúa como "cámara porta huevos" en la época de reproducción. Los órganos sexuales del macho se sitúan en el 5° par de patas ambulatorias, mientras que en la hembra, están ubicados en la base del 3er par (SAGPyA, 2007).

2. Estado de Importación de la Especie en Chile.

3. Ciclo Biológico.

Los huevos fertilizados permanecen adheridos al abdomen de las hembras donde los incuban hasta su eclosión en crías bien desarrollados (no presenta estadios larvarios). Su madurez sexual se presenta entre los 6 y 12 meses de edad, y su vida reproductiva puede durar de 1-4 años. Los machos maduros de esta langosta desarrollan unas manchas rojizas o anaranjadas sobre el margen externo de las pinzas. Cuando se observan individuos de un mismo tamaño sin manchas en sus pinzas, se considera en general, que se trata de hembras. Sin embargo, los sexos pueden identificarse por examen de la abertura genital que se abre sobre la parte interna del cefalotórax, en la base del tercer par de patas caminadoras. Las hembras poseen un par de poros genitales en la base del tercer par de patas caminadoras (contando desde la cabeza). Los machos poseen un par de pequeñas papilas genitales (pequeñas proyecciones) en la base del quinto par de patas caminadoras (Masser y Rouse, 1997).

4. Distribución Geográfica.

Nativa del norte de Australia y Papúa, Nueva Guinea (Masser y Rouse, 1997).

5. Ecología.

Se trata de langostas de hábito alimentario omnívoro-detritívoro, que prefieren la ingestión de plantas o animales en descomposición. En su hábitat nativo se alimentan en mayor cantidad de vegetales en descomposición. Bajo condiciones de cultivo, la especie acepta rápidamente una amplia variedad de alimentos, incluyendo las dietas formuladas. Son langostas que toleran un amplio rango de condiciones de calidad del agua, con bajas concentraciones de oxígeno (> 1 ppm); dureza y alcalinidad (20 a 300 ppm) y pH (6,5 a 9). Los adultos han mostrado una muy buena tolerancia a concentraciones de oxígeno tan bajas como 1 ppm, pero los juveniles son más sensibles a bajas concentraciones. También han mostrado ser tolerantes a concentraciones de amoníaco tan altas como 1,0 ppm y a nitritos. Estos últimos, hasta 0,5 ppm, durante cortos períodos, sin mostrar efectos adversos. A densidades tan altas como 59 individuos /m 2, los adultos muestran un limitado canibalismo. Esta característica refleja una adaptación a las condiciones ambientales de origen, cuando se trata de la pronunciada estación de seca en Australia, donde los animales se congregan (a densidades relativamente altas), en los charcos de agua que restan. Bajo estas condiciones, la crítica situación de sobrevivencia y repoblación, lleva a condiciones de no agresividad a la especie. Cuando comienza la estación de las lluvias, los animales se dispersan, migrando hacia las áreas inundadas. Los juveniles muestran mayor agresividad y exhiben un grado de comportamiento canibalístico (Masser y Rouse, 1997).

6. Antecedentes de Tecnología de Cultivo.

Para esta especie existen antecedentes de su cultivo a nivel comercial. Fue introducida en Europa, África, Sudeste de Asia, EEUU y Latino América (Ecuador, México y Cuba). En Chile, es posible su cultivo sólo en un ambiente totalmente controlado y circuito cerrado (FIA-PI-C-2000-1-D-113, 2000; Ponce et al., 1999; Arzola et al., 2012).

La tecnología de producción de juveniles en forma masiva para cultivos comerciales se encuentra desarrollada en México, Ecuador, Australia, Uruguay y Argentina (Ponce et al., 1999; Naranjo, 2009; Arzola et al., 2012).

Reproducción.

Para obtener buenas reproducciones, la tasa de sexos a la siembra en estanques ya preparados, es de 1 o 2 machos por cada 4 hembras, según estudios desarrollados en cultivos. La densidad de siembra es de cerca de 500 a 1000 hembras por hectárea. Los individuos seleccionados como reproductores deberán ser sanos, no presentar caparazones dañados y mostrarse activos (agresivos con sus pinzas), con todos sus apéndices intactos; ya que la ausencia de patas o antenas puede interferir en el éxito del apareamiento. Las tallas de los individuos deberán ser compatibles.

La reproducción puede efectuarse dentro de los mismos estanques para reproductores u otros acondicionados o bien, bajo techo, en hatchery o laboratorio, donde se trabaja con tanques en fibra de vidrio u otro material preferentemente inerte. En el primer caso, los reproductores se acondicionan en los estanques ya preparados y se deja que la reproducción se produzca naturalmente. Durante la misma, el macho manipula a la hembra, volcándola sobre el dorso, con el lado ventral justo hacia su vientre; depositando una masa fina de esperma entre las patas caminadoras donde está situada la abertura genital. Entre las 12 y 24 horas siguientes, la hembra deja pasar los huevos, entrando éstos directamente a la cámara temporaria. No existe cópula y la hembra transporta externamente los huevos fertilizados. La cámara temporaria de incubación, se forma con el abanico desplegado y curvado de su cola y se oxigena con el batir de los elementos pleópodos. La fertilización se produce dentro de la cámara. Si los ejemplares son disturbados o sufren un estrés importante (transportes, disminución de OD, etc.), se producirá el aborto de los huevos. Cada hembra pone una cantidad de huevos dependiente de su talla y que abarca entre 200 a 1.000. Cuanto más grandes los ejemplares, mayor la cantidad de huevos producidos, pero también influye la edad, ya que las puestas disminuirán con ésta. Durante el período de incubación (entre 6-10 semanas) y según las temperaturas, los huevos (de 2 mm de largo) van cambiando de color. Con 24 a 27°C, el nacimiento a la eclosión se producirá alrededor de las 10 semanas. A la inversa de otros crustáceos, la hembra no necesita mudar su caparazón para ser fecundada y puede producir sucesivas camadas de juveniles durante la estación de mejores temperaturas. Tanto los machos como las hembras alcanzan su madurez dentro del período de 12 meses posteriores a su nacimiento a temperaturas óptimas (SAGPyA, 2007).

Producción de juveniles y engorde.

Al nacer dentro de cualquiera de los sistemas mencionados, los juveniles permanecen adheridos a los pelos o setas de las patas de las hembras (pesando 0,02 gramos), quedándose junto a sus madres por unas semanas; independizándose posteriormente, aunque pueden volver hacia ellas. Luego de nacidos, su crecimiento es rápido (efectúan su primera muda en un par de días), llegando en el primer levante a pesar 0,5 a 2,0 gramos, en los 50 a 60 días posteriores (Australia); siendo su alimento el zooplancton (especialmente crustáceos microscópicos). Si se tratara de un cultivo en hatchery se estila realizar el "levante" inicial, hasta su pase a los estanques externos preparados con alimento vivo. En este caso, el período es corto, puesto que necesitan ser aprovisionados de alimento natural (zooplancton). En el caso de cultivo externo, las cosechas se cumplen, retirándolos desde hábitats artificiales colocados previamente (bolsas de cebollas en plástico u otros que simulan plantas acuáticas), convenientemente boyadas; sacudiendo las mismas sobre redes finas, o bien, por extracción de sucesivas redadas. A la cosecha y una vez finalizada la fase de pre-engorde, se los siembra a menor densidad en otros estanques para proceder a su engorde final, clasificándolos y agrupándolos previamente por tallas y sexos. La producción de los juveniles puede abarcar un período de tres a cuatro meses, dependiendo de la temperatura. Para la producción de juveniles de mayor talla (10-15 g) a engorde final, la densidad de siembra es en general, de entre 5 a 15 ind/m2 (Ponce et al., 1999; Arzola et al., 2012).

Desde el punto de vista de la producción, se han clasificado tres sistemas de cultivo para C. quadricarinatus; Sistema de cultivo extensivo, Sistema de cultivo semi-intensivo y Sistemas de cultivo intensivo. Siendo este ultimo el que se describe a continuación de acuerdo a lo indicado por Naranjo (2009), El sistema de cultivo intensivo se caracteriza por un alto grado de desarrollo tecnológico, propiciado por la aplicación de avances científicos, y la utilización de procesos de mejora continua en la operación, que incorporan de manera sistemática los mejores resultados al cultivo. La calidad de agua se monitorea periódicamente y se evalúa la presencia de patógenos. La dieta es balanceada y busca cubrir los requerimientos nutricionales de la especie, se cuenta con un programa definido de alimentación. Los estanques son de tamaño uniforme (0,25 - 0,3 Ha), construidos en suelos arcillosos y pueden estar recubiertos con grava de río o membranas plásticas. El recambio de agua es de 3 – 5 %/día y la aireación es constante. El diseño del sistema incorpora avances que permiten reducir el tiempo de cosecha y preparación de estanques. El manejo depende de personal calificado, con funciones específicas, que ejecutan de manera sistemática sus actividades. La mayoría de las empresas que utilizan estas tecnologías están consolidadas en el campo de la acuacultura o en otras industrias. La planeación del programa operativo permite un flujo continuo de producto e ingresos. La densidad de siembra es de 6 - 20 juveniles/m2, con una producción de 2.300 a 4.000 Kg/ha/ciclo, en dos ciclos por año. El peso promedio final de la langosta es más consistente, alcanzando de 65 - 115 g (Naranjo, 2009). Se destaca que para cultivos en estanque se han logrado factores de conversión alimenticia de 0,72: 1 a 6,0 con una tasa de crecimiento absoluta de 0,01 Kg/mes, con un crecimiento diario de 0,34 g/día (Ponce et al., 1999; Arzola et al., 2012).

Tabla 1: Propiedades Físicas y Químicas de un Cuerpo de Agua para cultivo de Langosta Red Claw Parámetro Unidad Valor Parámetro Unidad Valor Temperatura ºC 23 - 31 Plomo mg/L < 0,02 Oxígeno mg/L > 5 Alcalinidad mg/L CaCO3 <200 pH Unidades 6,5 - 9,0 Amonio mg/L < 0,1 Arsénico mg/L <0,05 Cloruros mg/L < 0,003 Boro mg/L < 0,75 Dureza mg/L 40 - 50 Cadmio mg/L < 0,0050 Fosfatos mg/L < 0,1 Calcio mg/L > 50 Nitratos mg/L <400 Cobre mg/L <0,03 Nitritos mg/L <0,1 Fósforo mg/L 0,01 - 3 Sulfatos mg/L < 50 Hierro mg/L 0,15 Sulfuro Total mg/L <0,002 Magnesio mg/L <15 Colif. Fec NMP/100 ml <100 Mercurio mg/L <0,02 Colif. Tot NMP/100 ml <1000 Fuente: SAGPyA (2007); Timmons et al. (2002); NCh1333.Of. 78/Mod. 1987.

7. Antecedentes Sanitarios.

Varios organismos causantes de enfermedades potencialmente, incluyendo protozoos, bacterias y virus, se han identificado Red claws. Todos han estado implicados en un momento u otro en algún mortalidad o la escasa producción de las granjas específicas, aunque nunca ha habido ningún brote documentado generalizada de la enfermedad. Los agricultores son muy conscientes de que la puesta en cuarentena cuidado y vigilancia de la salud y una gestión minimizará el riesgo de la enfermedad. Mediante el mantenimiento de buenas condiciones de cultivo que maximicen la supervivencia y el crecimiento, estrés cangrejo de río se gestiona y minimiza la amenaza de la enfermedad.

Tabla 2: Enfermedades Langosta Red Claw Enfermedades Enfermedades Virales Enfermedades Enfermedades Fúngicas Bacterianas Parasitarias Rickettsiosis Sistemática CqBV (Cherax quadricarinatus Enfermedad de la Aphanomyces astaci (*) (1) de la Langosta (Coxiella Bacilliform Virus) TSV (Taura Porcelana ( Thelohania Saprolegnia sp Fusarium cheraxi) Corynebacterium Sindrome Virus) (*) (1) CqHRV sp.) Vairimorpha cheracis sp. sp. Micrococcus sp. (Cherax quadricarinatus Pleistophora spp. Kurthia sp Aeromonas Hepatopancreatic Reo Like Virus) spp. Pseudomonas sp CqSMV (Cherax quadricarinatus Vibrio sp Spawner-isolated Mortality Virus) PmergDNV (Penaeus merguiensis Densovirus) WSSV (Virus del Sindrome de la Mancha Blanca) (*) (1) Donde: (*) Enfermedad en Listado de la OIE, (1) En lista 1 de Enfermedades de Alto Riesgo. Fuente: SAGARPA (2012). Resolución Exenta N°1741. 2013. Establece clasificación de enfermedades de alto riesgo. Ministerio de Economía Fomento y Turismo.

8. Antecedentes de Introducción en Otros Países.

De acuerdo a base de datos de FAO, existen 8 registros de introducción de Camarón Malásico a diferentes países, los cuales se resumen en la siguiente tabla. Tabla 3: Introducción Langosta Red Claw Año / período De A Establecido Efecto Ecológico 1991 Estados Unidos Israel No Establecido Desconocido 1992 Sudáfrica Zambia Probablemente no establecido Desconocido 1991 Australia Paraguay Establecido Desconocido Desconocido Desconocido Sudáfrica Establecido Desconocido 1990 - 1991 Australia Estados Unidos No Establecido Desconocido 1994 Australia Ecuador Desconocido Probablemente Ninguno Desconocido Australia China Desconocido Desconocido Desconocido Australia Tailandia Establecido Desconocido Fuente: FAO, 2013 (En: Motor de búsqueda base de datos. Especie introducida)

9. Antecedentes de Mercado y Comercialización.

La langosta tiene una gran aceptación y demanda debido a que se considera un producto de alto valor económico tipo “gourmet”. Su demanda ha ido creciendo durante los últimos años. Los principales consumidores de langosta a nivel mundial son Alemania, Francia, Singapur, Holanda, Italia, España, Reino Unido, Suecia, Finlandia, Japón, Hong Kong y los Estados Unidos. Por su volumen, la langosta se encuentra en el trigésimo cuarto lugar de la producción pesquera en México, pero por su valor económico ocupa el sexto lugar. Dentro de las exportaciones de productos del mar se encuentra en el tercer lugar, siendo Estados Unidos, Hong Kong y China los principales destinos de este producto. La langosta en México se comercializa entera, o como colas de langosta, en forma fresca, refrigerada y congelada, aunque también se comercializa viva (GBC Group, 2013. En: Genomic, Fisheries and Aquaculture Network for Innovation).

Red Claw se comercializa normalmente al alcanzar los 20 g, entre 30 hasta 50 g tiene un precio aproximado de US$ 9.50/Kg, para langostas con un peso mayor a los 120 g el valor asciende a los US$ 18.00/Kg.

Las diferentes presentaciones de esta langosta para su comercialización son: Vivos, Congelado crudo y entero, Congelado cocido y entero, y Cocido pelado y desvenado (FAO, 2013. En: Fishery cultured species. Cherax_quadricarinatus-NA0019).

Figura 1: Producción acuícola mundial Langosta Red Claw en cantidad y valor para el periodo 2005 – 2011 Fuente: Elaboración propia a partir de los datos de Fishstat J (FAO, 2013).

Tabla 4: Producción acuícola (Toneladas) periodo 2005 – 2011, por país y año.} País 2005 2006 2007 2008 2009 2010 2011 Argentina 4 4 7 6 0,4 - - Australia 99 105 100 67 68 57 52 Barbados - 0,5 0,5 0,5 0,5 0,5 0,5 Ecuador 30 30 30 30 300 - - Mauricio 0,5 0,5 - 0,5 - - - México 7 7 15 10 3,8 1 9 Nueva Caledonia 9 ------Uruguay 1 1 1 1 0,1 - 0,1 Total Producción Mundial 151 148 154 115 373 59 62 (toneladas) Fuente: Fishstat J (FAO, 2013).

Tabla 5: Producción acuícola (Miles de Dólares) periodo 2005 – 2011, por país y año País 2005 2006 2007 2008 2009 2010 2011 Argentina 90 92 161 138 7,3 - - Australia 978,5 979,3 1.215,9 938 887 879 937, 0 3 Barbados - 6,3 6,3 6,3 6,3 6,3 6,3 Ecuador 300 300 300 300 3.000 - - Mauricio 0,5 0,5 - 0,5 - - - México 80,6 80,5 162,4 102,8 32 11,6 58,9 Nueva Caledonia 156,6 ------Uruguay 16,4 19,9 19,2 28,8 2,4 - 30 Total Producción Mundial (miles de 1.623 1.479 1.865 1.514 3.935 897 1.03 US$) 3 Fuente: Fishstat J (FAO, 2013). 10. Referencia Bibliográfica Consultada.

Arzola, J.F., E. Maya de la Cruz, L.I. Verde, E. García, L.M. Flores y Y. Gutiérrez. 2012. Crecimiento, Densidad y Rentabilidad del Cultivo de Langosta de agua dulce (Decápoda: Cherax quadricarinatus). En Sinaloa, México. Ra Ximhai Vol. 8 (3): 17-26.

FAO, 2013. Fishery cultured species. Cherax_quadricarinatus-NA0019. En: http://www.fao.org/fishery/culturedspecies/Cherax_quadricarinatus/en#tcNA0019. Consultada 10 de octubre 2012.

FAO. 2013. Motor de búsqueda base de datos. Especie introducida. En: http://www.fao.org/fi/website/MultiQueryAction.do. Consultada 4 octubre 2012.

FIA-PI-C-2000-1-D-113. 2000. Introducción de la Langosta de Agua Dulce Cherax Quadricarinatus (Red Claw). Universidad de Chile, Facultad de Ciencias Veterinarias y Pecuarias. En: http://aplicaciones.fia.cl/sigesfia/bdn/detalle.aspx?id_programa=FIA-PI-C-2000-1-D-113&bdn=0. Consultado enero 22 de 2013.

GBC Group. 2013. Genomic, Fisheries and Aquaculture Network for Innovation Global Biotech Consulting Group. En: http://www.gbcbiotech.com/genomicaypesca/especies/crustaceos/langosta.html. Consultado en Julio 15 de 2013.

Masser, M. y D. Rouse. 1997. Acerca del cultivo de langosta de agua dulce Australiana. (Extractado y adaptado de, 1997 Southern Regional Aquaculture Center, Estados Unidos). En: http://www.minagri.gob.ar/site/pesca/acuicultura/01=cultivos/01-especies/_archivos/000003- Langosta/071231_Langostas%20de%20agua%20dulce%20australianas.pdf?PHPSESSID=4f38b629f 343f8351a356209e6690a32>. Consultada 15 de noviembre 2012.

Naranjo, J. 2009. Optimización del Cultivo de la Langosta de agua dulce Cherax quadricarinatus, Mediante el Ajuste de los niveles de recambio de agua, aireación y alimentación. TESIS. LA PAZ, B.C.S. 160 pp.

Norma Chilena Oficial: NCh1333.Of78. En: www.conemi.net/normativa/NCh1333-1978%20Mod- 1987.pdf, consultada el 20 octubre 2012.

Ponce, J., J.L. Arredondo y X. Romero. 1999. Análisis del cultivo comercial de la langosta de agua dulce (Cherax quadricarinatus): y su posible impacto en América Latina. ContactoS 31: 54-61.

SAGPyA. 2007. Cultivo de la langosta australiana o redclaw (cherax quadricarinatus). Dirección de Acuicultura. En http://www.produccion-animal.com.ar/produccion_peces/piscicultura/67- redclaw.pdf. Consultada 10 de octubre 2012.

Familia: Poeciliidae (Poecilidos)

Taxonomía: Clase: Actinopterygii Orden: Cyprinodontiformes

1. Descripción.

La familia Poecilidae es una de las más conocidas por los acuaristas de todo el mundo, ya que dentro de ella se encuentran Géneros como Poecilia (Lebistes o Guppys y Mollys) y Xiphophorus (colas de espada y Platys). Pero, además, esta familia la integran sub-familias, Géneros y sub- géneros mucho menos difundidos entre los aficionados a los acuarios. No por poco difundidos dejan de ser peces muy interesantes para la acuariofilia. En general son peces de pequeño tamaño, ya que las especies más grandes excepcionalmente superan los 15 cm. y son poco conocidas por los acuaristas (http://atlas.elacuarista.com).

Contiene cerca de 20 géneros y 190 especies. Es una familia originaria de América del Norte y Central, además de sectores de América del Sur y de las islas del Caribe. Los géneros más comunes son Poecilia (guppies y mollys), y Xiphophorus (platies y espadas). Se trata de especies de pequeño tamaño, menores a 14 cm. Los machos poseen un gonopodio, que es una modificación de la aleta anal que actúa a los fines de sujeción de las hembras durante la reproducción (Huidobro, S. y Luchini, L. 2008).

Tabla 1: Descripción de especies Nombre Científico Nombre Común Descripción Poecilia reticulata Gupy, guppie, fancy gupy, Son peces pequeños que no sobrepasan los 5 cm de longitud estándar. feeder gupy Presentan boca terminal y superior. Su cuerpo es alargado, recto dorsalmente, poco comprimido y casi cilíndrico, de no ser por la convexidad del abdomen. No presenta radios duros en sus aletas, la aleta dorsal es corta y se sitúa un poco por detrás de la mitad del cuerpo. Inmediatamente detrás de las aletas pélvicas aparece la aleta anal; la aleta caudal es redondeada. Su coloración es muy variable, predominando el azul, el plateado, con algunas manchas de color rojo, verde, lila y negro. En los ejemplares salvajes es característica una mancha de color oscuro sobre la línea media por detrás del opérculo. Las hembras son de coloración menos vistosa que los machos.

Poecilia sphenops Molly, molinesia, black Posee cuerpo alargado, ligeramente cilíndrico con dorso convexo y molly, marble molly pedúnculo caudal corto. La aleta dorsal nace hacia la mitad del cuerpo y su base es bastante larga, las aletas pectorales son cortas. Su abdomen suele ser más prominente que en otras especies de poecílidos. Posee boca terminal y superior. Su coloración es principalmente negra aunque algunos ejemplares presentan manchas blancas; la variedad salvaje puede ser totalmente plateada con iridiscencias azulosas y rojas, los machos siempre tienen el dorso negro.

Poecilia velífera Mollys velífera, latipinna En general tienen un cuerpo rotundo, más delgado hacia la aleta caudal y frente plano, y boca horizontal. La forma salvaje es gris con reflejos metálicos, se caracteriza por una inmensa aleta dorsal de 18 ó 19 radios espinosos, la cual se despliega como un abanico en los machos, siendo menos aparatosa en las hembras. Hay variedades verde azulado, albino, dorado, albino-dorado, leopardo, negro, marmolado, sunset y negro lira.

Xiphophorus maculatus Platy, platie Es una especie de cuerpo rollizo, cuyo perfil del vientre es más convexo que el dorso, tanto la aleta dorsal como la caudal poseen un fuerte nacimiento con una base ancha. En la variedad salvaje el dorso es de un color aceituna oscuro, el vientre suele estar despigmentado, las aletas en los machos presentan coloración naranja fuerte.

Xiphophorus variatus Platy variado De forma general pues se puede decir que se trata de un pez de cuerpo relativamente alargado, de formas diversas y colorido variadísimo debido a su generalizada hibridación y selección cromática.

Xiphophorus helleri Espada, cola de espada, En la actualidad se encuentra gran variedad de espadas en el xipho, porta espada, mercado, todos ellos resultado de múltiples hibridaciones fértiles swordtail con platys. Sin embargo, conservan ciertas características morfológicas de los individuos salvajes. Su cuerpo es alargado de dorso convexo, poseen boca terminal superior y una única aleta dorsal. Los radios inferiores de la aleta caudal se prolongan en forma de espada en los machos. Tienen una línea lateral muy marcada. La aleta dorsal es ancha desde su base, fuerte y corta al igual que la caudal. En su cuerpo predomina el color verde azuloso con una franja marrón sobre la línea lateral, acompañada de iridiscencias que pueden ser desde azules hasta rojas, las cuales son más notorias en los machos. Fuente: Landines et al., 2007, http://www.alquimistadeacuarios.com, http://acuarioadictos.com

2. Estado de importación de la Especie en Chile.

Especies exóticas, que se encuentra dentro de la nomina de las especies hidrobiológicas vivas no transgénicas cuya importación ha sido autorizada para su cultivo o mantención en circuito controlado y exclusivamente como pez de ornamento (Decreto Supremo D.S. N° 730/1995, Resolución Exenta N° 2633/ 2013).

3. Ciclo Biológico y Biología reproductiva.

Podría decirse que las características reproductivas de este grupo son únicas. En primera instancia todas las especies son vivíparas y se pueden reproducir durante todo el año, aun sin la presencia permanente de los machos, gracias a que presentan un mecanismo reproductivo denominado superfetación, mediante el cual la hembra puede almacenar semen dentro de ella en unos “paquetes” denominados espermatóforos, que el macho deposita cuando realiza la fertilización. Con esa reserva de esperma, la hembra puede fertilizar óvulos maduros por periodos prolongados que en ocasiones pueden ser varios meses. Los machos son muy libidinosos y casi siempre están en cortejo alrededor de las hembras. La cópula es bastante rápida y existe fertilización interna, gracias a la presencia del gonopodio, mediante el cual el macho coloca los espermatóforos en la hembra. En el caso de los espadas se pueden observar machos cuidando minuciosamente un grupo de hembras. El estado de “gravidez” de una hembra se evidencia por la aparición de una zona oscura en la parte caudal y ventral del abdomen, que no es otra cosa que la presencia de los nuevos individuos listos para nacer, proceso que tendrá lugar en un sitio apartado al que se dirige la hembra. Los nuevos individuos nacen sin saco vitelino, pudiéndose alimentar inmediatamente (Landines et al., 2007).

4. Distribución Geográfica.

Las especies de la familia Poeciliidae mencionadas en este documento se distribuyen geográficamente dentro del continente Americano.

Tabla 2: distribución Geográfica Nombre Científico Distribución Geográfica Poecilia reticulata Desde América central hasta la parte norte de Brasil Poecilia sphenops Desde América central hasta la parte norte de Brasil. Poecilia velífera Centro América y México Xiphophorus maculatus Zona meridional de México, Guatemala y Honduras. Xiphophorus variatus América del Norte: endémica de México desde el sur de Tamaulipas hasta el norte de Veracruz. Xiphophorus helleri Todos los cuerpos de agua dulce desde México hasta Guatemala. Fuente: Landines et al., 2007, Fishbase(FAO,2013).

5. Ecología.

En la tabla 3 se describen aspectos ecológicos de cada una de las especies seleccionadas.

Tabla 3: Aspectos ecológicos peces Familia Poeciliidae Nombre Científico Ecología Poecilia reticulata Por su rusticidad se adapta fácilmente a cualquier medio, es por esto que se encuentra ampliamente distribuido en todo tipo de cuencas y cuerpos de agua. Coloniza fácilmente canales de conducción de agua, zonas inundables, desagües, tanques de almacenamiento, entre otros, razón por la cual ha sido introducido en muchos países tropicales del mundo porque gracias a que se alimenta de larvas de mosquitos es un buen controlador de vectores de muchas enfermedades tropicales transmitidas por estos insectos.

Poecilia sphenops Generalmente se encuentra en aguas abiertas de corriente lenta cerca de las desembocaduras de ríos provenientes de la montaña, donde abundan las rocas de diferentes tamaños, las cuales brindan refugios apropiados a los adultos y sus crías. Las variedades centroamericanas provenientes de la península de Yucatán tienen predilección por las aguas salobres.

Poecilia velífera Se les puede encontrar fácilmente en la desembocadura de los ríos donde el agua del mar por la mareas penetra, por lo que les gusta el agua salobre.

Xiphophorus maculatus Habita los estuarios y zonas aledañas a la costa con aguas cenagosas, salobres y con una tonalidad amarillenta o marrón. También se encuentra en afluentes menores cerca a las desembocaduras. Prefiere zonas cubiertas que le brinden refugio y protección a sus crías.

Xiphophorus variatus Viven en ambientes muy diversos dentro de su hábitat, con caudales no muy fuertes y en grandes ríos. Pez pacífico y un poco tímido incluso ante la presencia de congéneres (en alguna ocasión las hembras pueden enzarzarse en algún tipo de pelea por la posición jerárquica. Los machos, algunas veces, pueden llegar a ser algo territoriales, pero sin consecuencias mayores.

Xiphophorus helleri Se encuentra desde el nivel del mar hasta unos 2000 metros de altitud habitando casi todo tipo de aguas, desde lagunas rocosas, ríos de todos los tamaños, zonas de rebalse y ciénagas. Sin embargo, prefiere aguas cristalinas de poca corriente donde encuentra gran abundancia de material vegetal. Fuente: Landines et al., 2007, http://www.alquimistadeacuarios.com, (http://acuarioadictos.com) 6. Antecedentes de Tecnología de Cultivo.

La tecnología de cultivo para este grupo de especies de la familia de Poecilidos es descrita por Landines et al., 2007 y otros autores, distinguiendo las siguientes etapas:

Reproducción:

Se puede llevar a cabo en acuario, tanque o pileta siempre y cuando estos posean refugios adecuados para que las crías se resguarden de la predación y sean de fácil manejo para realizar la extracción diaria de las larvas. La técnica más efectiva es el enriquecimiento ambiental con abundante elodea u otro tipo de plantas acuáticas; en acuario se hace necesaria la utilización de “parideras”, que son recipientes con el fondo perforado, que se colocan en el tanque a modo de jaula para garantizar la salida de las larvas y evitar la de los reproductores. Por no depender del saco vitelino, la Larvicultura de estas especies es muy sencilla, pues se basa únicamente en el suministro permanente de alimento de buena calidad y suplementar con alimento vivo.

Crecimiento:

Dada la independencia con la que nacen las larvas y la rusticidad de los alevinos, la engorda también es relativamente sencilla, siempre y cuando se cuente con la infraestructura necesaria. Después de la colecta diaria de las larvas se deben depositar en los acuarios, tanques o estanques de levante previamente fertilizados, que garanticen la presencia de plancton. En dichos lugares se siembran los alevines a una densidad de 10 individuos por litro. De ser necesario se pueden juntar las larvas cosechadas hasta por tres días consecutivos, para tener un número significativo de ellas antes de llevarlas al estanque. Individuos con mayor diferencia de edad ocasionarían problemas de predación, por lo que no se recomienda la mezcla de grupos. Finalizada la engorda, los animales alcanzarán la talla comercial, siendo necesario hacer selección permanente por tamaños para evitar predación de individuos. En el caso de los gupys los grupos deben ser muy homogéneos, porque debido a la predación se pueden perder ejemplares valiosos para la venta, al presentar sus aletas mordidas o en mal estado, disminuyendo significativamente su valor comercial.

Tabla 4: Parámetros de cultivo Especies Temperatura °C pH Dureza (mg/L) Poecilia reticulata Poecilia sphenops Poecilia velífera Xiphophorus maculatus 15,0 - 28,0 7,0 - 8,2 90 - 300 Xiphophorus variatus Xiphophorus helleri Landines et al., 2007. Fishbase (FAO, 2013).

7. Antecedentes Sanitarios.

En la tabla 5 se nombran las enfermedades de origen bacteriana, viral, parasitarias y fúngicas que afectan a los miembros de esta familia, es importante mencionar en particular a la especie Poecilia velífera , la cual es afectada por Neoplasias (tumores de origen desconocido), y Síndrome de Mortalidad Tardía; Choque ambiental, daño cerebral. Patologías no clasificadas dentro de la tabla.

Tabla 5: Enfermedades Especie Bacteriana Viral Parasitaria Fúngicas Infección por Cryptobia sp. Enfermedad de Fin Rot, Enfermedad de las manchas blancas (Aeromonas sp.) (Ichthyophthirius ) Infección por Tuberculosis Gyrodactilus sp. Infección por (Mycobacterium Ichthyobodo sp Infección por Infección fúngica Poecilia Enfermedades Virales fortuitum) Aontheca philippinensis Infección externa reticulata (general) Infecciones bacterianas por Lernaea lophiara Infección por (Saprolegnia sp.) (general) Camallanus cotti Infección por Enfermedad Columnaris Eustrongylides ignotus Infección por (Flexibacter columnaris ) (Capillaria sp) Infección por Tetrahymena sp. Infección por copépodo parásito Poecilia (general) Infección por Capillaria sphenops cyprinodonticola Enfermedad de Fin Rot, (Aeromonas sp.) Infecciones bacterianas Infección por copépodo parásito Poecilia velífera (general) (general) Enfermedad Pop-eye Infección por Pseudomonas sp. Enfermedad de Fin Rot, (Aeromonas sp.) Enfermedad de las manchas blancas Tuberculosis (Ichthyophthirius ) Infección por Infección fúngica Xiphophorus maculatus (Mycobacterium Chilodonella sp. Costiasis (Costia externa fortuitum) necatrix ) infección por Ichthyobodo (Saprolegnia sp.) Infecciones bacterianas sp infección por Argulus sp. (general) Enfermedad de Fin Rot, (Aeromonas sp.) Enfermedad de las manchas blancas Tuberculosis (Ichthyophthirius ) Infección por Infección fúngica Xiphophorus variatus (Mycobacterium Chilodonella sp Costiasis (Costia externa fortuitum) necatrix ) infección por Ichthyobodo (Saprolegnia sp.) Infecciones bacterianas sp (general) Enfermedad de Fin Rot (Aeromonas sp.) Infección por Dactylogyrus sp. Infecciones bacterianas Costiasis (Costia necatrix ) Infección Infección fúngica (general) por Gyrodactilus sp. Enfermedad del externa Enfermedad Columnaris Enfermedades Virales Xiphophorus helleri terciopelo Infección por Cryptobia (Saprolegnia sp.) (Flexibacter columnaris ) (general) sp. Infección Metacercaria(gusanos Infección micótica Infección por planos) Infección por Mexiconema (general) Pseudomonas sp. cichlasomae Aeromonosis(Aeromonas hydrophila) Fuente: Fishbase (FAO, 2013).

8. Antecedentes de Introducción en Otros Países.

En las siguientes tablas se entregan antecedentes de introducción de las especies de este grupo fuera de su lugar de origen, Información tomada de base de datos de FAO (Fishbase.org). Dentro de la base anteriormente mencionada no se registran datos de introducción para la especie Poecilia velífera.

Tabla 6: Introducción Poecilia reticulata Fecha / De A Establecido Ecol. efectos Periodo desconocido Desconocido Zambia establecido Desconocido desconocido Desconocido Martinica establecido Desconocido desconocido Venezuela Malasia establecido Desconocido desconocido Singapur Malasia establecido Desconocido desconocido Brasil Malasia establecido Desconocido desconocido Desconocido Madagascar establecido Desconocido desconocido Desconocido Laos no establecido Desconocido desconocido América del Sur Japón establecido Desconocido desconocido Desconocido Jamaica establecido Desconocido desconocido Desconocido Italia Probablemente no establecido Desconocido desconocido Desconocido Hong Kong establecido probablemente algunos desconocido Desconocido Guam establecido Desconocido desconocido Desconocido Polinesia francés establecido Desconocido desconocido Desconocido Tahití establecido Desconocido desconocido Desconocido Mauricio desconocido Desconocido desconocido Desconocido Namibia establecido Desconocido desconocido Desconocido Samoa Occidental establecido Desconocido desconocido Desconocido Emiratos Árabes establecido Desconocido Unidos desconocido Desconocido Sudáfrica establecido Desconocido desconocido Desconocido Eslovaquia Probablemente establecido Desconocido desconocido Desconocido Seychelles Probablemente establecido Desconocido desconocido Desconocido Arabia Saudita establecido Desconocido desconocido Venezuela Reunión establecido Desconocido desconocido Desconocido Palau establecido Desconocido desconocido Desconocido Vanuatu Probablemente establecido Desconocido desconocido Desconocido Nueva Zelandia establecido Desconocido desconocido Desconocido Vanuatu desconocido Desconocido desconocido Desconocido Nueva Caledonia Probablemente establecido Desconocido desconocido Desconocido Países Bajos establecido Desconocido desconocido Desconocido Fiji establecido Desconocido desconocido Desconocido República Checa Probablemente establecido Desconocido desconocido Desconocido Rusia establecido Desconocido desconocido Desconocido Albania Probablemente establecido Desconocido desconocido Desconocido Australia establecido probablemente algunos desconocido Desconocido Taiwan establecido Desconocido Desconocido Desconocido Comoras Sí Desconocido desconocido Desconocido Islas Cook establecido Desconocido desconocido Venezuela Costa Rica establecido Desconocido desconocido Desconocido Cuba establecido Desconocido 1930 - 1939 Desconocido Sri Lanka establecido Desconocido 1960 - 1969 Desconocido Canadá no establecido Desconocido 1905 Hawai Filipinas establecido algunos 1908 América del Sur India establecido probablemente ninguno 1920 Desconocido Indonesia establecido algunos 1922 América del Sur EE.UU. establecido probablemente algunos 1922 Desconocido Hawai establecido 1924 Alemania? Hungría establecido Desconocido 1935 América Central Puerto Rico establecido 1937 América del Sur Singapur establecido probablemente algunos 1940 Desconocido Colombia establecido Desconocido 1940 América Central Perú establecido Desconocido 1950 EE.UU. Uganda establecido probablemente algunos 1950 Uganda Kenia establecido Desconocido 1957 Tailandia Bangladesh desconocido Desconocido 1960 Singapur Tailandia establecido Desconocido 1963 Desconocido Reino Unido Probablemente no establecido Desconocido 1967 Desconocido Papúa Nueva Guinea establecido Algunos 1971 Desconocido México establecido Desconocido 1972 Reino Unido Nigeria Probablemente no establecido Desconocido 1977 República Dominicana Haití desconocido Desconocido 1984 Desconocido Malawi Probablemente no establecido probablemente ninguno Fuente: Fishbase (FAO, 2013)

Tabla 7: Introducción de Poecilia sphenops Fecha / Periodo De A Establecido Ecol. efectos Desconocido Desconocido Trinidad establecido Desconocido Desconocido Desconocido Eslovaquia Probablemente no Desconocido establecido Desconocido América Central Singapur establecido Desconocido Desconocido Desconocido Japón establecido Desconocido Desconocido Desconocido Indonesia Probablemente establecido Desconocido Desconocido Alemania? Hungría establecido Desconocido Desconocido Desconocido República Checa Probablemente no Desconocido establecido 1908 Desconocido Filipinas Probablemente establecido Desconocido 1950 Desconocido Hawai establecido Desconocido 1971 Desconocido EE.UU. desconocido Desconocido 1971 Desconocido Canadá desconocido Desconocido Fuente: Fishbase (FAO, 2013)

Tabla 8: Introducción de Xiphophorus maculatus Fecha / Periodo De A Establecido Ecol. efectos Desconocido América Central Arabia Saudita establecido Desconocido Desconocido Desconocido Indonesia Probablemente establecido Desconocido Desconocido Desconocido Jamaica establecido Desconocido Desconocido Desconocido Japón establecido Desconocido Desconocido Desconocido Madagascar establecido Desconocido Desconocido Desconocido Mauricio desconocido Desconocido Desconocido Desconocido Nigeria Probablemente establecido Desconocido Desconocido Desconocido Palau establecido Desconocido Desconocido Desconocido Reunión desconocido Desconocido Desconocido Desconocido India establecido probablemente algunos desconocido Desconocido Colombia establecido Desconocido desconocido Desconocido Sri Lanka establecido Desconocido desconocido Desconocido Brasil establecido Desconocido desconocido Desconocido Bahamas establecido probablemente algunos desconocido Desconocido Australia establecido probablemente algunos 1960 - 1969 Desconocido Singapur Probablemente establecido probablemente algunos 1922 Desconocido Hawai establecido Desconocido 1922 México EE.UU. establecido Desconocido 1935 México Puerto Rico establecido Desconocido 1971 Desconocido Canadá desconocido Desconocido Fuente: Fishbase (FAO, 2013)

Tabla 9: Introducción de Xiphophorus helleri Fecha / Periodo De A Establecido Ecol. efectos desconocido Desconocido Zambia desconocido Desconocido desconocido Desconocido Hong Kong establecido probablemente algunos desconocido Desconocido India Probablemente establecido Desconocido desconocido Desconocido Indonesia Probablemente establecido Desconocido desconocido Desconocido Jamaica establecido Desconocido desconocido Desconocido Japón establecido Desconocido desconocido Desconocido Madagascar establecido Desconocido desconocido Desconocido Martinica establecido Desconocido desconocido Desconocido Mauricio Probablemente establecido Desconocido desconocido Desconocido Namibia establecido Desconocido desconocido Desconocido Nueva Caledonia establecido Desconocido desconocido América Central Nueva Zelandia establecido ninguno desconocido Desconocido Reunión establecido Desconocido desconocido Desconocido Eslovaquia Probablemente establecido Desconocido desconocido Desconocido Guam establecido Desconocido desconocido Desconocido Fiji establecido Desconocido desconocido Desconocido República Checa Probablemente establecido Desconocido desconocido Desconocido Colombia establecido Desconocido desconocido Desconocido Taiwan establecido Desconocido desconocido Desconocido Bahamas establecido probablemente algunos 1946 - 1949 Desconocido Israel establecido algunos 1960 - 1969 Desconocido Singapur Probablemente establecido probablemente algunos 1960 - 1969 Desconocido Sri Lanka establecido Desconocido 1922 Desconocido Hawai establecido Desconocido 1922 América Central EE.UU. establecido Desconocido 1932 Alemania? Hungría Probablemente no establecido Desconocido 1935 México Papúa Nueva Guinea establecido Desconocido 1940 Desconocido Puerto Rico establecido Desconocido 1965 Singapur Australia establecido algunos 1971 Desconocido Canadá Probablemente no establecido Desconocido 1974 México Sudáfrica establecido Desconocido Fuente: Fishbase (FAO, 2013)

Tabla 10: Introducción de Xiphophorus variatus Fecha / Periodo De A Establecido Ecol. efectos desconocido Desconocido Colombia establecido desconocido Desconocido Costa Rica establecido desconocido Desconocido Hong Kong establecido probablemente algunos desconocido Desconocido Puerto Rico Probablemente establecido no hay datos desconocido Desconocido Singapur Probablemente establecido 1960 - 1969 Desconocido Hawai Probablemente establecido 1960 México EE.UU. Probablemente establecido desconocido Fuente: Fishbase (FAO, 2013)

9. Antecedentes de Mercado y Comercialización.

Tabla 11: Principales países exportadores de peces ornamentales (2012) Ranking No País 2012 (USD millones) 1. Singapur 61,8 2. España 36,0 3. Japón 34,2 4. Malasia 22,5 5. Indonesia 21,0 6. Tailandia 19,3 7. República Checa 19,1 8. Países Bajos 17,8 9. Israel 14,1 10. EE UU 13,1 Fuente: http://www.legiscomex.com/

En cuanto a la importación mundial de peces ornamentales, lideran EEUU con USD 57,6 millones, le siguen Reino Unido (USD 26,9 millones) y Singapur (USD 24,3 millones) respectivamente. Esto se debe no solo a su demanda interna, sino también se atribuye a las reexportaciones que ejercen. Es por ello que Singapur, Malasia o EEUU tienen cifras considerables tanto en importación como en la exportación de estas especies. (http://www.legiscomex.com. Abril 2013).

Tabla 12: Principales países importadores de peces ornamentales (2012) Ranking No. País 2012 (USD millones) 1. EE UU 57,6 2. Reino Unido 26,9 3. Singapur 24,3 4. Alemania 21,7 5. Japón 19,4 6. Francia 16,6 7. Hong Kong 15,1 8. Países Bajos 12,9 9. Malasia 11,0 10. España 10,4 Fuente: http://www.legiscomex.com/

Respecto al mercado nacional, los precios de venta al público en tiendas online a diciembre de 2013 para las especies seleccionadas varían entre los 1.500 y los 2.800 pesos por pez, mientras que para las mismas especies en el mercado europeo su valor varia de los 1,9 a los 2,8 Euros por cada ejemplar.

Tabla 13: Precios de venta al público en tiendas online para peces ornamentales de la Familia Poeciliidae Precio venta publico online Especie Chile ($) España (euros$) Poecilia reticulata 1.500 1,9 Poecilia sphenops 2.800 2,1 a 2,8 Poecilia velífera 2.000 3,6 Xiphophorus maculatus 2.000 1,9 a 2,1 Xiphophorus helleri 1.800 1,9 a 2,1 Fuente: Elaboración propia con datos de http://www.aquavirtual.cl, http://www.virtualfish.cl, http://www.zoomarket.cl, http://www.pezcenter.com.

10. Referencia Bibliográfica Consultada.

Decreto (DS) 730, Resolución 2633. 2013. Reglamento de internación de especies, Ministerio de Economía Fomento y Turismo. Valparaíso. 35 pp. En: http://www.subpesca.cl Consultado en Octubre 6 de 2012. http://acuarioadictos.com/xiphophorus-variatus/. Consultada 10 septiembre 2013. http://atlas.elacuarista.com/familia-descripcion/poeciliidae. Consultada 10 septiembre 2013. http://www.alquimistadeacuarios.com/peces/detalle_pez.php?id=4. Consultada 10 septiembre 2013. http://www.aquavirtual.cl/product_info.php?cPath=27&products_id=477. Consultada el 18 noviembre 2013. http://www.fishbase.org/summary/4773. Consultada 10 septiembre 2013. http://www.fishbase.org/summary/Xiphophorus-variatus.html. Consultada 10 septiembre 2013. http://www.fishbase.org/Introductions/IntroductionsList.php?ID=3228&GenusName=Poecilia&Sp eciesName=reticulata&fc=216&StockCode=3424. Consultada 10 septiembre 2013. http://www.fishbase.org/Introductions/IntroductionsList.php?ID=4680&GenusName=Poecilia&Sp eciesName=sphenops&fc=216&StockCode=4898. Consultada 10 septiembre 2013. http://www.fishbase.org/Introductions/IntroductionsList.php?ID=3232&GenusName=Xiphophoru s&SpeciesName=maculatus&fc=216&StockCode=3428. Consultada 10 septiembre 2013. http://www.fishbase.org/Introductions/IntroductionsList.php?ID=3231&GenusName=Xiphophoru s&SpeciesName=hellerii&fc=216&StockCode=3427. Consultada 10 septiembre 2013. http://www.fishbase.org/Introductions/IntroductionsList.php?ID=3233&GenusName=Xiphophoru s&SpeciesName=variatus&fc=216&StockCode=3429. Consultada 10 septiembre 2013. http://www.fishbase.org/Diseases/DiseasesList.php?ID=3233&StockCode=3429. Consultada 10 septiembre 2013. http://www.fishbase.org/Diseases/DiseasesList.php?ID=3228&StockCode=3424. Consultada 10 septiembre 2013. http://www.fishbase.org/Diseases/DiseasesList.php?ID=3231&StockCode=3427. Consultada 10 septiembre 2013. http://www.fishbase.org/Diseases/DiseasesList.php?ID=3232&StockCode=3428. Consultada 10 septiembre 2013. http://www.fishbase.org/Diseases/DiseasesList.php?ID=4680&StockCode=4898. Consultada 10 septiembre 2013. http://www.fishbase.org/Diseases/DiseasesList.php?ID=4773&StockCode=4997. Consultada 10 septiembre 2013. http://www.legiscomex.com. Abril 2013. Estudio de mercado Peces ornamentales en Colombia, En http://www.legiscomex.com/BancoMedios/Documentos%20PDF/estudio%20peces%20ornamenta les%20completo3.pdf. Consultada el 18 noviembre 2013. http://www.pezcenter.com/a-1-41-0-0-0-0/MOLLINESIA-VELIFERA-NEGRA--6-7-cm.htm. Consultada el 18 noviembre 2013. http://www.pezcenter.com/busqueda.php?texto=molly. Consultada el 18 noviembre 2013. http://www.pezcenter.com/busqueda.php?texto=Poecilia+reticulata. Consultada el 18 noviembre 2013. http://www.pezcenter.com/busqueda.php?texto=Xiphophorus+helleri++. Consultada el 18 noviembre 2013. http://www.pezcenter.com/busqueda.php?texto=Xiphophorus+maculatus. Consultada el 18 noviembre 2013. http://www.virtualfish.cl/verTodos.asp?TipoProducto=Peces&Acuario=Dulce&Categoria=Viv%Edp aros. Consultada el 18 noviembre 2013. http://www.zoomarket.cl/product.php?id_product=619. Consultada el 18 noviembre 2013. http://www.zoomarket.cl/product.php?id_product=536. Consultada el 18 noviembre 2013.

Huidobro, S. y Luchini, L. 2008. Panorama Actual del Comercio Internacional de Peces Ornamentales. 27 pp. En: http://www.minagri.gob.ar/site/pesca/acuicultura/06_Publicaciones/_archivos/081110_Panoram a% 20actual%20de%20comercio%20internacional%20de%20Peces%20Ornamentales.pdf?PHPSESSID= 134ad4da85eedcf3e8d2347e5c4677a9. Consultado febrero 15, 2013.

Landines, M., F. Urueña, J.C. Mora, L. Rodríguez, A. Sanabria, D. Herazo, J. Botero. 2007. Producción de Peces Ornamentales en Colombia. INCODE. Colombia, 240 pp. En: http://www.docentes.unal.edu.co /malandinezp/docs/Produccion%20de%20peces%20ornamentales%20en%20Colombia.pdf. Consultada el 7 octubre 2012.

Familia: Characidae

Taxonomía: Clase: Actinopterygii Orden: Characiformes Familia: Characidae

1. Descripción.

Familia de peces ornamentales de acuarios que comprenden unas mil especies, de las cuales más de cien son africanas y unas 800 americanas. Boca provista de una dentadura sólida, Presencia de una pequeña aleta adiposa –es decir blanda- entre las aletas dorsal y caudal. Varían en longitud, desde menos de 3 cm., y la más pequeña de las especies llega a un máximo de 13 mm de longitud. Algunos de los géneros de esta familia sólo presentan uno de estos caracteres por lo cual sistemáticamente se distinguen subfamilias y subgéneros, pero estas distinciones no presentan interés alguno en acuariofilia.

A excepción de las terribles pirañas, los numerosos miembros de esta familia que colocamos en los acuarios suelen poseer unos dientes que o son temibles más que para los peces pequeños. Los más inofensivos entre los carácidos devoran ávidamente a sus alevines, si antes no lo han hecho ya con sus huevos. Este desagradable estado de cosas no facilita en absoluto su reproducción, la cual es siempre complicada y no ofrece la compensación de espectacularidad de otras familias. Sin embargo, es muy interesante para los aficionados cansados de las reproducciones fáciles, ya que los carácidos requieren manipulaciones y además la cría da lugar a peces de muy pequeño tamaño, que nadan en bandos, incluso en Acuarios no muy grandes (http://www.ecured.cu).

Tabla 1: Descripción de especies Nombre Científico Nombre Común Descripción Presenta forma ahusada propia de los Carácidos. La principal característica de este pez es una banda de color azul intensa a ambos costados del cuerpo en su parte superior, así como otra banda roja en la parte inferior, que a diferencia del Tetra Neón se extiende desde la cabeza inclusive hasta la cardenal, tetra cardenal, neón Paracheirodon axelrodi caudal. El lomo es gris oscuro, y el vientre blanco plateado cardenal, neón gigante en la parte anterior que cambia a rojo desde las aletas ventrales hasta la cola. Dimorfismo sexual: La hembra es algo más grande y más redondeada, especialmente cuando está grávida.

Pez de tamaño pequeño con una longitud estándar de 5 cm. Su cuerpo es bastante comprimido lateralmente con una región dorso ventral alta y redondeada, lo que le da una apariencia elíptica. Tiene aleta dorsal provista de radios duros que se sitúa aproximadamente a la mitad de la Monjita, viuda, tetra negro, black longitud del cuerpo y posee aleta adiposa. El pedúnculo Gymnocorymbus ternetzi tetra, black window, blackamoor, caudal es de color negro al igual que las aletas dorsal y butterfly tetra, petticoat tetra caudal; posee tres bandas negras verticales incompletas las cuales contrastan con su cuerpo gris metalizado. Los machos suelen ser más aplanados dorso ventralmente que las hembras y un poco más pequeños y sus colores por lo general son más intensos. Las hembras poseen un abdomen mayor y la intensidad de su color es más orientada al gris

Nombre Científico Nombre Común Descripción Es un pez pequeño, que no supera los 4 cm de longitud estándar. Su región dorso ventral alta y redondeada le da una apariencia ligeramente elíptica; su coloración es roja transparente pero su intensidad varía dependiendo de la alimentación y Rojito, rojito fino, tetra rojito, de su condición reproductiva. Es una especie muy Hyphessobrycon sweglesi indiecito, red phantom tetra, red vistosa que posee una mancha humeral redonda tetra, swegles tetra. negra tras el opérculo y otra en la aleta dorsal; el vientre presenta un matiz dorado y las aletas son rojizas, presenta su línea lateral incompleta y la base de la aleta caudal no tiene escamas. Es de hábitos alimenticios omnívoros.

Su cuerpo es relativamente alto y comprimido lateralmente, su cabeza es grande, la mandíbula inferior es más larga que la superior. Posee ojos grandes de color azul brillante y su región dorsal es de color marrón; en los costados presenta una banda horizontal de color verdoso que se extiende desde el opérculo hasta el pedúnculo de la aleta caudal, a continuación presenta otra banda más ancha de color negro. A pesar de ser incluida en la Emperador azul, emperor tetra, familia Characidae carecen de la típica aleta adiposa Nematobrycon palmeri rainbow tetra, emporer tetra, tetra representativa de este grupo. El dimorfismo sexual káiser. es muy marcado; en los machos las aletas dorsal y caudal son más grandes y terminan en punta; la aleta anal posee un borde coloreado y la caudal presenta en el centro unos radios espinosos muy alargados en forma de tridente. Los machos son de mayor tamaño que las hembras y su coloración es más vistosa y brillante. Las hembras presentan una coloración opaca y la línea negra lateral no está claramente definida.

Es un pez pequeño, con una longitud estándar entre 3 - 4 cm. Tiene el cuerpo bastante alargado con los costados levemente comprimidos; con cabeza y ojos grandes, su boca es pequeña, aletas transparentes, el lóbulo superior de su aleta caudal es más largo que el inferior, la dorsal se adorna con un ocelo. Copeina, voladorita, brown banded Copella metae.(Lebiasinidos) Presenta escamas grandes que dan contraste a su copella, urquisho lomo marrón con la línea horizontal amarilla que atraviesa su cuerpo desde la boca hasta el pedúnculo caudal. También posee una banda negra más ancha en la parte ventral. Se alimenta de insectos terrestres y acuáticos y de algunos crustáceos. Fuente: Landines et al., 2007

2. Estado de importación de la Especie en Chile.

Especies exóticas, que se encuentra dentro de la nomina de especies hidrobiológicas vivas no transgénicas cuya importación ha sido autorizada para su cultivo o mantención en circuito controlado y exclusivamente como pez de ornamento (Decreto Supremo D.S. N° 730/1995, Resolución Exenta N° 2633/2013).

3. Ciclo Biológico y Biología reproductiva.

Su fertilización y desarrollo embrionario son externos. El desove es realizado en la columna de agua y no realizan ningún tipo de cuidado parental. En época reproductiva se observan pequeños cardúmenes de 12 a 20 individuos que se mueven armoniosamente en cuerpos de agua lentos con profundidad variable y abundante cobertura vegetal. El proceso se inicia con el cortejo de los machos y consiste en una “danza” alrededor de la hembra, la cual va expulsando los huevos que son rápidamente fertilizados. Una vez terminado el desove el cardumen viaja hacia su zona de alimentación, que está ubicada generalmente en el mismo afluente en aguas con más movimiento. (Landines et al., 2007).

4. Distribución Geográfica.

Son originarios de América desde el sudoeste de Texas y México a Centro y Sudamérica.

Tabla 2: distribución Geográfica Nombre Científico Distribución Geográfica Paracheirodon axelrodi Vaupés, Orinoco, Inírida, Guaviare, Vichada. Gymnocorymbus ternetzi Guaporé, Paraguay. Hyphessobrycon sweglesi Orinoco, Inírida, Vichada, Meta. Nematobrycon palmeri Colombia, ríos Atrato y San Juan. Copella metae.(Lebiasinidos) Vaupés, Orinoco, Guaviare, Vichada, Tomo, Vita, Meta, Arauca. Fuente: Landines et al., 2007

5. Ecología.

Muchas especies son de ríos, e incluso el Astyanax mexicanus habita cavernas.

Tabla 3: Aspectos ecológicos peces Familia Characidae Nombre Científico Ecología Se encuentra en aguas de corrientes suaves, muy sombreadas y poco profundas, cerca a las orillas en los ríos de curso lento (caños) y zonas inundadas ricas en material vegetal en descomposición, cuya Paracheirodon axelrodi característica principal es el color bronce de sus aguas por la acumulación de taninos, baja conductividad y pH entre 4,5 y 5.

Habita ríos de Sudamérica, cuya característica Gymnocorymbus ternetzi principal es la alta turbidez de sus aguas, debido a la enorme cantidad de sedimentos en suspensión, lo cual les brinda un color amarillento.

Se encuentra presente en zonas inundadas y en afluentes de corriente lenta de aguas profundas con abundante material vegetal y plantas acuáticas Hyphessobrycon sweglesi que proveen refugio y alimentación, prefiere aguas blandas, ligeramente ácidas y una temperatura entre 25 - 27ºC. Estos peces viven en cardúmenes pequeños, de los que se aíslan los adultos más territoriales en las zonas próximas al fondo de aguas claras, templadas Nematobrycon palmeri y con una cobertura vegetal abundante en los ríos Atrato, San Juan y sus afluentes en Colombia.

Esta especie se encuentra en la parte alta de los ríos Orinoco y Negro. Habita principalmente ríos de curso lento y bajo caudal (caños) en zonas abiertas Copella metae.(Lebiasinidos) que garantizan la abundancia de insectos; coloniza fácilmente canales de conducción de agua y estanques, aunque prefiere zonas donde pueda refugiarse. Fuente: Landines et al., 2007

6. Antecedentes de Tecnología de Cultivo.

La tecnología de cultivo para las especies seleccionadas de la familia Characidae, será descrita según Landines et al., 2007

Reproducción:

Existen varias maneras de manejar la reproducción de estas especies. Se pueden mantener en estanques de tierra, acuarios o piletas, obteniendo buenos resultados en todas esas estructuras.

El plantel de reproductores se debe instalar en un estanque preparado con anterioridad que posea abundante vegetación, para esto se puede utilizar Elodea o Cabomba, plantas que brindarán el refugio necesario a los huevos, larvas y alevinos. Los reproductores se deben colocar a una baja densidad para asegurar la supervivencia de las crías. La fertilización de los estanques se debe realizar cinco días antes de instalar el plantel de reproductores y posteriormente cada vez que se requiera, para garantizar la abundancia de plancton menor a 250 μm. Si el estanque está bien preparado, los animales desovarán a los pocos días y sólo bastará hacer colecta de larvas y/o alevinos cuando se observe un número considerable de ellos, los cuales se trasladarán a una unidad de levante. Aunque la mayoría de las especies se reproducen en estas condiciones, en el caso de los emperadores se prefiere el manejo en acuarios o tanques pequeños. Por el contrario, para las copeinas el sistema de estanque es el más eficiente y por ende el más recomendado. Piletas: El cardenal, la monjita, el rojito y el emperador pueden reproducirse en piletas, las cuales deben ser ambientadas con abundantes plantas y refugios en el fondo. Allí se siembran los reproductores maduros, los cuales se identifican por el abdomen abultado en las hembras y la mayor intensidad de color en los machos. La columna de agua debe ser baja (30 - 35 cm.) y la temperatura debe oscilar entre 28 y 30ºC. Después de la siembra, los reproductores deben permanecer en las piletas durante una semana, tiempo en el cual se induce el desove aumentando súbitamente el nivel de la pileta a la capacidad normal (65 - 70 cm), logrando que la mayoría de los ejemplares desoven entre 3 y 4 días después de realizar el procedimiento. Después del desove se inicia el desarrollo embrionario, el cual tiene una duración variable dependiendo de la temperatura y de la especie. Sin embargo, el rango aproximado es de 24 a 48 horas a una temperatura promedio de 28ºC. Transcurrido ese tiempo, las larvas suelen observarse como pequeños filamentos pegados a las plantas y paredes de la pileta; en este momento se deben retirar los reproductores, teniendo cuidado de no sacar las larvas, las cuales permanecerán dentro de la pileta, siendo imprescindible introducir gran cantidad de alimento vivo (plancton), que les servirá de alimento. En el caso específico de los emperadores se puede observar una gran afinidad por el consumo de alimento balanceado desde las primeras fases de vida, razón por la cual es conveniente comenzar a ofrecerlo apenas se observan las larvas, las cuales lo consumen sin ningún problema. En las otras especies, también es obligatorio hacer un acostumbramiento a ese tipo de alimento, pues será el que consumirán la mayor parte del tiempo. No obstante, su aceptación es un poco más demorada que con los emperadores. Por su parte, los reproductores se trasladarán a una pileta de descanso donde se les suministrará alimento balanceado.

Acuarios: Este sistema es recomendado para los emperadores y los cardenales, siendo en esta última especie necesaria una adaptación a las condiciones de acuario, la cual generalmente suele ser dispendiosa y en ocasiones bastante demorada. Sin embargo después de adaptada, la especie se reproduce con relativa facilidad en este tipo de estructura. En contraste, los emperadores se adaptan muy bien a las condiciones de acuario y se reproducen fácilmente con sólo ofrecer un sustrato adecuado (plantas acuáticas) para la postura. En ambas especies se utilizan acuarios de aproximadamente 60 L en los cuales se ubican entre 9 y 12 individuos en una proporción de 2 machos para cada hembra, aunque hay quienes prefieren colocarlos por parejas. Para el cardenal se recomienda tener una división horizontal de malla en el acuario para que los huevos fertilizados caigan al fondo y queden protegidos de los adultos, quienes muchas veces tienden a consumirlos. Adicionalmente, el acuario debe estar ambientado con un sustrato de piedras y abundante vegetación. Así mismo es muy importante mantener los parámetros físicos químicos del agua recomendados para la especie (temperatura 28ºC, agua blanda y ligeramente ácida), para lo cual algunos criadores adicionan taninos, los cuales también dan un color bronce al agua. Sin embargo, dicho procedimiento no es obligatorio y su utilización va a depender de la calidad del agua de cada granja. Finalmente se deben cubrir tres caras de los acuarios con plástico negro o cualquier otro material para así proteger el plantel del efecto de factores estresantes, que por lo general inhiben el proceso reproductivo. La inducción al desove se debe iniciar realizando un súbito cambio en el nivel y temperatura del agua y variando la oferta de alimento balanceado a alimento vivo en abundancia. El desove habitualmente se lleva a cabo en horas de la noche, generalmente dentro de la primera semana de estar realizando la inducción ambiental. Una vez realizado el desove se deben retirar los reproductores e instalarlos en otro acuario. Posteriormente se debe tapar la pared libre del acuario para así impedir la entrada de luz que puede llegar a deteriorar los huevos. En el caso del emperador el proceso es mucho más fácil, siendo necesaria únicamente la colocación de plantas en el acuario y de ser posible llenar el fondo de bolas de cristal, para que cuando los huevos caigan al fondo no puedan ser alcanzados por los reproductores. Si los animales están bien alimentados y las condiciones de agua del acuario son propicias (temperatura 28ºC, agua blanda y cristalina), el desove sucederá sin ningún problema. Como en el caso del cardenal también es recomendable retirar a los reproductores una vez haya terminado la reproducción, dejando en el acuario a las larvas, las cuales como fue mencionado, reciben fácilmente alimento artificial.

Larvicultura:

Los huevos de estas especies son fotosensibles. Por esta razón se deben proteger de la luz directa. Una vez eclosionadas las larvas dependen de su saco vitelino aproximadamente por tres días. Por su reducido tamaño son bastante sensibles, razón por la cual se tiene que evitar al máximo su manipulación. Cuando inician la natación horizontal, se debe comenzar a suministrar alimento exógeno, siendo preferido en las primeras fases el alimento vivo, el cual irá siendo substituido paulatinamente por el concentrado. En el caso de los estanques y las piletas, la oferta de alimento vivo va a depender del correcto abonamiento, por lo que se debe prestar particular atención a esta práctica de manejo. Cuando la Larvicultura es en acuarios, se deben suministrar infusorios y luego nauplios recién eclosionados de artemia. La adaptación al alimento balanceado comercial se debe realizar en todos los casos, una vez lograda los animales dependerán exclusivamente de ese tipo de alimento hasta cuando alcancen la talla comercial. Los grupos de alevines se deben conformar con individuos homogéneos, para evitar pérdidas por canibalismo, fenómeno que se presenta cuando el lote es heterogéneo.

Engorda:

Se puede realizar en acuarios, piletas, tanques o estanques, siendo este último el sistema más eficiente, pues favorece el consumo de alimento vivo, lo cual mejora el crecimiento de los animales, logrando obtener individuos de talla comercial mucho más rápido. Adicionalmente, la homogeneidad de los lotes es mayor. No obstante, la utilización de estanques para engorda requiere un mayor control sobre los predadores, siendo los principales la odonata y las aves. Transcurridos aproximadamente 60 días, los animales adquirirán talla comercial, por lo que deben ser trasladados a la zona de acopio y empaque.

Tabla 4: Parámetros de cultivo Especies Temperatura °C pH Dureza (mg/L) Paracheirodon axelrodi, Gymnocorymbus ternetzi, Hyphessobrycon sweglesi, 20,0 - 27,0 4,0 - 8,0 50 - 250 Nematobrycon palmeri, Copella metae Fuente: Landines, M. 2007. Fishbase (FAO,2013)

7. Antecedentes Sanitarios.

Paracheirodon axelrodi se ve afectada por deformidades esqueléticas, Síndrome de Mortalidad Tardía; Cambio ambiental, daño cerebral enfermedades que no se encuentran listadas en tabla 5. Copella metae no registra información de enfermedades en base de datos de FAO (Fishbase.org).

Tabla 5: Enfermedades Especie Bacteriana Viral Parasitaria Fúngicas Paracheirodon Enfermedad de Fin Rot Enfermedad de las manchas Infección fúngica externa axelrodi (Aeromonas sp.) Infecciones blancas (Ichthyophthirius ) (Saprolegnia sp.) bacterianas (general) Enfermedad Infección Metacercaria(gusanos Columnaris (Flexibacter planos) Infección por columnaris) Enfermedad Pop-eye Tetrahymena sp. Infección por Enfermedad Neon Falso Ichthyobodo sp Infección por (Flexibacter columnaris) Livoneca sp Enfermedad del Tuberculosis (Mycobacterium agujero en la cabeza. fortuitum) Enfermedad de las manchas Gymnocorymbus Enfermedad de Fin Rot blancas (Ichthyophthirius ) ternetzi (Aeromonas sp.) Infección por Dactylogyrus sp. Hyphessobrycon Infección por Eustrongylides sp. sweglesi Enfermedad de Fin Rot Nematobrycon Enfermedad de las manchas (Aeromonas sp.) Infecciones palmeri blancas (Ichthyophthirius ) bacterianas (general)

Fuente: Fishbase(FAO,2013)

8. Antecedentes de Introducción en Otros Países.

No se encuentra información registrada en base de datos de FAO (Fishbase), en relación a la introducción fuera de su distribución geográfica natural para las especies Hyphessobrycon sweglesi, y Copella metae.

Tabla 6: Introducción por especie Fecha / Periodo De A Establecido Ecol. efectos Paracheirodon axelrodi 1980 Desconocido Filipinas Desconocido Desconocido Gymnocorymbus ternetzi Desconocido Desconocido Colombia Establecido Desconocido Desconocido Desconocido Filipinas Desconocido Desconocido 1950 - 1959 Hong Kong Tailandia Establecido Desconocido 1950 - 1959 Japón Tailandia Establecido Desconocido 1971 Desconocido Canadá Desconocido Desconocido 1971 Desconocido EE.UU. Desconocido Desconocido Nematobrycon palmeri 1995 Desconocido Filipinas Desconocido Desconocido Fuente: Fishbase(FAO,2013)

9. Antecedentes de Mercado y Comercialización.

Tabla 9: Principales países exportadores de peces ornamentales (2012) Ranking Nº País 2012 (USD millones) 1. Singapur 61,8 2. España 36,0 3. Japón 34,2 4. Malasia 22,5 5. Indonesia 21,0 6. Tailandia 19,3 7. República 19,1 Checa 8. Países Bajos 17,8 9. Israel 14,1 10. EE UU 13,1 Fuente: http://www.legiscomex.com/

En cuanto a la importación de peces ornamentales, EE UU con USD57,6 millones, Reino Unido (USD26,9 millones) y Singapur (USD24,3 millones) ocupan los tres primeros lugares en el ámbito mundial. Esto se debe no solo a su demanda interna, sino también se atribuye a las reexportaciones que ejercen. Es por ello que Singapur, Malasia o EE UU tienen cifras considerables tanto en importación como en la exportación de estas especies. (http://www.legiscomex.com. Abril 2013).

Tabla 10: Principales países importadores de peces ornamentales (2012) Ranking Nº País 2012 (USD millones) 1. EE UU 57,6 2. Reino Unido 26,9 3. Singapur 24,3 4. Alemania 21,7 5. Japón 19,4 6. Francia 16,6 7. Hong Kong 15,1 8. Países Bajos 12,9 9. Malasia 11,0 10. España 10,4 Fuente: http://www.legiscomex.com/

Los precios para los peces de esta familia actualizados a noviembre de 2013 se entregan en la tabla que se muestra a continuación.

Tabla 11: Precios de venta al público en tiendas online para peces ornamentales de la Familia Characidae Especie Precio venta publico online Chile ($) España (euros$) Paracheirodon axelrodi 1.400 2,35 Gymnocorymbus ternetzi 1.900 1,36 a 5,3 Hyphessobrycon sweglesi S/I 1,9 Hyphessobrycon loretoensis S/I S/I Nematobrycon palmeri S/I 2,35 Copella metae(Lebiasinidos) S/I S/I Fuente: CORDUNAP, a partir de: http://www.aquamania.cl, http://www.aquavirtual.cl, http://www.pezcenter.com. En donde: S/I = Sin Información

10. Referencia Bibliográfica Consultada.

Ecunored. Characidae. En: http://www.ecured.cu/index.php/Characidae. Consultada 4 abril 2013. http://www.aquamania.cl/17-peces. Consultada el 18 noviembre 2013. http://www.aquavirtual.cl/index.php?cPath=27&sort=3a&page=3. Consultada el 18 noviembre 2013. http://www.fishbase.org/Diseases/DiseasesList.php?ID=8195&StockCode=8508. Consultada el 10 septiembre 2013. http://www.fishbase.org/Diseases/DiseasesList.php?ID=4682&StockCode=4900. Consultada el 10 septiembre 2013. http://www.fishbase.org/Diseases/DiseasesList.php?ID=10659&StockCode=10982. Consultada el 10 septiembre 2013. http://www.fishbase.org/Diseases/DiseasesList.php?ID=10683&StockCode=11007. Consultada el 10 septiembre 2013. http://www.fishbase.org/Introductions/IntroductionsList.php?ID=8195&GenusName=Paracheirod on&SpeciesName=axelrodi&fc=102&StockCode=8508. Consultada el 10 septiembre 2013. http://www.fishbase.org/Introductions/IntroductionsList.php?ID=4682&GenusName=Gymnocory mbus&SpeciesName=ternetzi&fc=102&StockCode=4900. Consultada el 10 septiembre 2013. http://www.fishbase.org/Introductions/IntroductionsList.php?ID=10683&GenusName=Nematobry con&SpeciesName=palmeri&fc=102&StockCode=11007. Consultada el 10 septiembre 2013. http://www.legiscomex.com. Abril 2013. Estudio de mercado Peces ornamentales en Colombia, En http://www.legiscomex.com/BancoMedios/Documentos%20PDF/estudio%20peces%20ornamenta les%20completo3.pdf. Consultada el 18 noviembre 2013. http://www.pezcenter.com/a-1-311-0-0-0-0/MEGALAMPHODUS-SWEGLESI-25-cm.htm. Consultada el 18 noviembre 2013. http://www.pezcenter.com/a-1-349-0-0-0-0/NEMATOBRYCON-PALMERI-3-cm.htm. Consultada el 18 noviembre 2013. http://www.pezcenter.com/busqueda.php?texto=Gymnocorymbus+ternetzi. Consultada el 18 noviembre 2013. http://www.pezcenter.com/busqueda.php?texto=Paracheirodon+axelrodi. Consultada el 18 noviembre 2013.

Landines, M., F. Urueña, J.C. Mora, L. Rodríguez, A. Sanabria, D. Herazo, J. Botero. 2007. Producción de Peces Ornamentales en Colombia. INCODE. Colombia, 240 pp. En: http://www.docentes.unal.edu.co/malandinezp/docs/Produccion%20de%20peces%20ornamental es%20en%20Colombia.pdf. Consultada el 7 octubre 2012.

Familia: Osphronemiidae ( Ospronemidos).

Taxonomía: Clase: Actinopterygii Orden: Perciformes Familia: Osphronemidae

1. Descripción.

Osphronemidae es una familia de peces del suborden de los anabántidos (laberíntidos) vulgarmente llamados gouramis o guramis. Si bien Osphronemus gourami es pescado y criado para el consumo humano, la importancia económica de esta familia se vincula principalmente al acuarismo, ya que incluye a algunos de los peces de acuario más populares, tales como Betta splendens (luchador de Siam), Macropodus opercularis (pez paraíso), Trichogaster leeri y Colisa lalia (colisa enana). Mediante la crianza selectiva desarrollada durante décadas han surgido variedades de acuario que se diferencian de los ejemplares salvajes por el gran desarrollo de las aletas impares y por la intensidad de su colorido. En general son peces pequeños, salvo los miembros del género Osphronemus, que pueden llegar a medir 80 cm de largo. Poseen cuerpo alargado y lateralmente comprimido, cubierto de escamas ctenoides. Las aletas impares están muy desarrolladas y muchos poseen un rayo de la aleta pélvica elongado (http://es.wikipedia.org).

A continuación se entrega tabla con descripción de las especies seleccionadas:

Tabla 1: Descripción de especies. Nombre Científico Nombre Común Descripción El Betta es un pez pequeño de unos 5 cm de longitud estándar. Es alargado y sus costados son aplanados. Todas sus aletas son bastante largas. Las pectorales tienen forma de sable y la dorsal Betta, pez luchador, pez luchador comienza a partir de la mitad posterior del Betta splendens, de Siam, fighting fish, siamese dorso. Presenta opérculos protáctiles. En la fighting fish. naturaleza, el color es generalmente marrón rojizo, con iridiscencias verde azuladas y puntos de colores rojo, verde o azul en hileras.

Posee cuerpo elíptico aplanado lateralmente, las aletas pélvicas son filiformes, la base de la aleta Gurami, gurami azul, gurami tres anal se extiende por la parte ventral del puntos, gurami piel de culebra, abdomen y el pedúnculo caudal. El borde de la Trichopodus trichopterus, gourami, blue gourami, snake aleta caudal es cóncavo. Posee boca en posición skin gourami dorsal. Su coloración varía desde el metalizado azuloso hasta el amarillo..

Cuerpo lateralmente aplanado y alargado. La aleta dorsal nace en el centro del dorso, la aleta Gurami perla, gurami perlado, anal se prolonga casi hasta unirse con la caudal, gurami mosaico, gurami luz de las aletas pélvicas son filiformes. Su coloración es Trichogaster leeri, luna, lace gourami, leeri gourami, llamativa, posee un fondo marrón rojizo cubierto mosaic gourami por un mosaico de iridiscencias blancas con violeta azulado. La parte inferior del cuerpo es de color rojizo. Del hocico parte una franja longitudinal semicortada que atraviesa el ojo

Presenta cuerpo largo, compacto y comprimido lateralmente. Sus aletas dorsal, anal y caudal se encuentran muy desarrollas presentando radios Pez paraíso, gurami paraíso, filiformes. Las aletas pélvicas finalizan en una Macropodus opercularis paraíso, macropodo, paradise larga punta como en otras especies de su familia. gourami, paradise. Su coloración varía desde los tonos naranjas, marrones o azulados conservando siempre, franjas verticales de color azul y rojo. Fuente: Landines et al., 2007

2. Estado de importación de la Especie en Chile.

Especies exóticas, que se encuentra dentro de la nomina de las especies hidrobiológicas vivas no transgénicas cuya importación ha sido autorizada para su cultivo o mantención en circuito controlado exclusivamente como pez de ornamento (Decreto Supremo D.S. N° 730/1995, Resolución Exenta N° 2633/ 2013).

3. Ciclo Biológico y Biología reproductiva.

En la mayoría de las especies pertenecientes A este grupo, es el macho el encargado de construir el nido con pequeñas burbujas de mucus salival pegajoso en la superficie del agua en forma de una plataforma flotante, así se asegura que las crías estén bien oxigenadas. El cuidado parental también es tarea del macho quien permanentemente está cuidando el nido. Los machos suelen ser territoriales, una vez alcanzan su madurez sexual elaboran el nido de burbujas en la superficie del agua y realizan despliegues alrededor de este para atraer a las hembras. Algunos machos suelen rechazar las hembras y se tornan agresivos. Inclusive, en el caso de los guramis y los betas a veces pueden ocasionarles la muerte; por este motivo es indispensable que se tenga certeza del grado de madurez de ambos ejemplares antes de proceder a aparearlos. Cuando la hembra es aceptada se ubica bajo el nido de burbujas y se inicia la actividad de cortejo, la cual puede durar hasta una hora, culminando en una serie de “abrazos nupciales” en los cuales el macho fertiliza los huevos que la hembra va expulsando. Los dos se encargan de subir los huevos y depositarlos en el nido, en muchas ocasiones las hembras colabora reforzando el nido con burbujas. Finalizado el desove la hembra abandona el área, pues el macho inicia su cuidado minucioso sobre el nido atacando cualquier pez que se acerque (Landines et al., 2007).

4. Distribución Geográfica.

Son originarios de Asia. Están distribuidos desde Pakistán e India hasta Corea y el archipiélago malayo (http://es.wikipedia.org).

En Tabla se indica distribución específica de cada una de las especies seleccionadas.

Tabla 2: distribución Geográfica Nombre Científico Distribución Geográfica Betta splendens, Vietnam, Camboya, Laos, Tailandia y Malasia Trichopodus trichopterus, Tailandia, Malasia, Java, Sumatra y Borneo Trichogaster leeri, Tailandia, Malasia, Java, Sumatra y Borneo. Macropodus opercularis China, Corea, Vietnam. Fuente: Landines et al., 2007

5. Ecología.

Habitan diversos ambientes acuáticos, en especial lagunas, charcas y cuerpos de agua temporarios con bajas concentraciones de oxígeno, lo cual soportan bien gracias a su órgano laberíntico, que les permite aprovechar el oxígeno atmosférico (http://es.wikipedia.org).

Tabla 3: Aspectos ecológicos peces Familia Osphronemiidae Nombre Científico Ecología En su ambiente natural estos peces habitan aguas abiertas, generalmente donde se realiza el tradicional cultivo de arroz, lugares de aguas poco profundas con bajas concentraciones de oxígeno Betta splendens, disuelto, abundante material vegetal y con escasas corrientes de agua. Suelen colonizar canales de riego y charcas.

En la naturaleza habitan charcas y aguas estancadas deficientes en oxígeno, suelen adaptarse bien en aguas de baja profundidad, Trichopodus trichopterus, canales de conducción, cultivos de arroz y zonas inundadas.

Prefiere los ríos de aguas tranquilas, pero usualmente se les encuentra en zonas inundadas Trichogaster leeri, con abundante vegetación, la cual sirve de refugio y sustrato para el nido de burbujas.

Habita las zonas de remanso en ríos de poca corriente, también se les puede encontrar en Macropodus opercularis afluentes menores de bajo caudal, colonizan fácilmente los cultivos de arroz y canales de riego. Fuente: Landines et al., 2007

6. Antecedentes de Tecnología de Cultivo.

Reproducción:

El plantel de reproductores debe ser joven (< 5 meses) dada la baja longevidad de estas especies para garantizar un periodo productivo más largo. Los machos deben ser colocados en contenedores individuales (beteras, frascos; acuarios), referenciados con números de identificación. Las hembras se pueden trabajar en acuarios comunitarios. Sin embargo, en el caso de los bettas es preferible que también sean mantenidas individualmente, pues suelen manifestar comportamiento jerárquico y las hembras subordinadas pueden estancar su desarrollo gonadal. En ocasiones se pueden mantener en pequeñas “jaulas flotantes”, pudiendo compartir el mismo acuario cuando se encuentran en dichas estructuras. Es importante mantener un plantel de hembras jóvenes para reemplazo, debido a que es común que las reproductoras generen quistes ováricos, lo cual causa un taponamiento del oviducto y posterior muerte.

El indicativo de madurez en el macho es la construcción del nido. Sin embargo, se debe tener en cuenta la talla recomendada en las tablas de cada especie, pues animales muy jóvenes no tienen un adecuado desempeño reproductivo. Las hembras muestran abultamiento abdominal y comportamiento de dominancia sobre las otras. En el caso de las hembras de betta, presentan líneas verticales en todo el cuerpo y el punto blanco a nivel de la papila genital es cada vez más evidente. Hasta tanto no se observen las características de madurez de ambos ejemplares, lo más recomendable es mantenerlos separados. Los machos se deben colocar en los acuarios de reproducción con tres días de anticipación, se pueden utilizar plantas flotantes o flotadores de icopor para que estos le den soporte al nido cuando lo construyan. Adicionalmente, es obligatorio que el acuario no tenga ningún sustrato en el fondo para garantizar que los huevos que caen al piso sean fácilmente recogidos por el macho para llevarlos al nido. Así mismo la columna de agua debe ser baja (entre 7 y 12 cm), para facilitarle la labor de cuidado parental. Las hembras se colocan en el acuario de reproducción separándolas del macho por una pared de vidrio o simplemente dentro de un recipiente (frasco) que es ubicado dentro del acuario para permitir la estimulación visual, la cual debe durar como máximo dos días, pues la hembra puede ovular sola o el macho rechazarla por territorialidad. Si el macho se muestra interesado en la hembra, desplegará sus aletas y opérculos y permanecerá cerca de ella. En ese momento se debe retirar la división central o se libera la hembra, permitiendo el contacto con el macho. El cortejo puede durar varias horas, antes del desove, el cual no siempre tiene lugar. Al no producirse desove se separan los reproductores por otro día y se intenta nuevamente; sino responden satisfactoriamente se debe cambiar la hembra. Si el macho acepta la hembra se llevará a cabo el desove tal como fue explicado en el ítem anterior. Cuando el desove finaliza la hembra es retirada a su lugar de origen y el macho permanece cuidando los huevos fertilizados.

De acuerdo con la producción que se desee tener en la granja se deben establecer grupos reproductivos de machos y hembras garantizando a cada reproductor un tiempo de descanso que puede variar entre 15 y 30 días, para evitar el desgaste e intensificar la vida productiva de los reproductores.

Larvicultura y Alevinaje:

Una vez terminado el desove el macho protege el nido cuidadosamente subiendo los huevos que caen y eliminando los infértiles o dañados. La eclosión se produce entre 14 y 24 horas post desove. Las larvas con natación vertical son colocadas desesperadamente en el nido por parte del macho llegándolas a devorar en algunas ocasiones. Por esta razón se debe retirar al día siguiente de la eclosión. Una vez se observe natación horizontal se inicia alimentación exógena con infusorios por tres días, luego de los cuales las larvas pueden recibir nauplios de artemia o ser sembradas en estanques de tierra, caso en el cual se debe garantizar presencia de alimento vivo y control permanente de las odonatas, pues en los estanques es el principal predador de las larvas. A pesar de parecer un medio inhóspito para estos pequeños individuos, el estanque favorece el rápido crecimiento, y siempre y cuando se garanticen los dos parámetros mencionados, la supervivencia suele ser elevada. No obstante, hay quienes prefieren realizar la Larvicultura en acuarios, tanques y/o piletas, estructuras en las que el proceso será más demorado, aun cuando la supervivencia puede ser mayor, por tener el control permanente de los individuos y no existir predadores. Sin embargo, cualquier alternativa es igualmente viable y dependerá de las características propias de cada granja.

Engorda:

Guramis. Se recomienda realizar el levante de los alevinos en estanques en tierra suplementando con alanceado hasta la talla comercial, llevándolos a acuarios o tanques tres días antes de ser despachados con el fin de aplicar un tratamiento profiláctico. En los estanques es necesario mantener protección con mallas antipájaro, pues estas especies son fácilmente capturadas por diversos tipos de aves.

Bettas. Esta especie responde muy bien al levante en estanques. Sin embargo, se deben realizar pescas selectivas cada cinco días a partir de las cuatro semanas de vida con el fin de llevar los machos a contenedores individuales y evitar el deterioro de sus velos o la pérdida de individuos por riñas. Los contenedores pueden ser jaulas flotantes dentro de estanques o piletas cuyo manejo es menos dispendioso que los frascos individuales. Las hembras deben extraerse del estanque una vez alcancen la talla comercial y acopiarse en acuarios o piletas. Es necesario monitorear el crecimiento de los machos a través de la selección de cabezas y colas dentro de los contenedores, separándolos en grupos por tamaños con el fin de facilitar su comercialización. (Landines et al., 2007).

Tabla 4: Parámetros de cultivo Especies Temperatura °C pH Dureza (mg/L) Betta splendens Trichopodus trichopterus 16,0 - 30,0 6,0 - 8,0 50 - 190 Trichogaster leeri Macropodus opercularis Fuente: Landines, M. 2007. Fishbase(FAO,2013)

7. Antecedentes Sanitarios.

Se entrega tabla de enfermedades por las que se ven afectadas las especies seleccionadas.

Tabla 5: Enfermedades Especie Bacteriana Viral Parasitaria Fúngicas Enfermedad de Fin Rot, (Aeromonas sp.) Tuberculosis Enfermedad de las (Mycobacterium fortuitum) manchas blancas Infecciones bacterianas (Ichthyophthirius ) Betta splendens (general) Enfermedad Enfermedad del Columnaris (Flexibacter terciopelo columnaris ) Edwardsiellosis (Piscinoodinium sp.) (Edwardsiella tarda) Enfermedad de Fin Rot, Infección por Infección fúngica (Aeromonas sp.) Infecciones Trichodina Trichopodus Enfermedad de la externa (Saprolegnia bacterianas (general) heterodentata trichopterus coliflor (Linfocistis sp.) sp.) Infección micótica Enfermedad Columnaris Infección por (general) (Flexibacter columnaris) Dactylogyrus sp. Nocardiosis (Nocardia sp.) Costiasis (Costia necatrix ) Infección por Gyrodactilus sp. Infección por Ichthyobodo sp Enfermedad de Fin Rot, Enfermedad de la Infección por (Aeromonas sp.) Tuberculosis coliflor (Linfocistis sp.) Dactylogyrus sp. Infección fúngica Trichogaster (Mycobacterium fortuitum) Infección viral oculta Costiasis (Costia externa (Saprolegnia leeri Infecciones bacterianas Enfermedades Virales necatrix ) Infección sp.) (general) (general) por Ichthyobodo sp

Enfermedad de Fin Rot, Macropodus Infección por (Aeromonas sp.) Infecciones opercularis Ichthyobodo sp bacterianas (general) Fuente: Fishbase (FAO,2013)

8. Antecedentes de Introducción en Otros Países.

Tabla 6: Introducción Betta splendens Fecha / Periodo De A Establecido Ecol. Efectos desconocido Desconocido Brasil establecido Desconocido desconocido Desconocido Colombia establecido Desconocido desconocido Desconocido Indonesia Probablemente establecido Desconocido desconocido Desconocido Malasia Probablemente establecido Desconocido desconocido Desconocido Filipinas desconocido Desconocido desconocido Desconocido Singapur establecido Desconocido 1971 Desconocido Alberta desconocido Desconocido 1971 Desconocido EE.UU. no establecido Desconocido 1979 Desconocido República Dominicana establecido Desconocido Fuente: Fishbase (FAO, 2013)

Tabla 7: Introducción Trichopodus trichopterus Fecha / Periodo De A Establecido Ecol. efectos desconocido El sudeste de Asia EE.UU. no establecido Desconocido desconocido Desconocido Seychelles Probablemente establecido Desconocido desconocido Desconocido Reunión Probablemente establecido Desconocido desconocido Desconocido Namibia establecido Desconocido desconocido Desconocido India establecido Desconocido desconocido Desconocido Colombia establecido Desconocido desconocido Desconocido Taiwan establecido Desconocido desconocido Desconocido Alberta desconocido Desconocido 1948 - 1949 Desconocido Sri Lanka establecido Desconocido 1990 - 1999 Tailandia China desconocido Desconocido 1938 Tailandia Filipinas establecido Desconocido 1970 Desconocido Papúa Nueva Guinea establecido Desconocido 1979 Desconocido República Dominicana establecido Desconocido Fuente: Fishbase (FAO, 2013)

Tabla 8: Introducción Trichogaster leeri Fecha / Periodo De A Establecido Ecol. efectos desconocido Desconocido Taiwan establecido Desconocido desconocido Desconocido Colombia establecido Desconocido desconocido Desconocido Florida, EE.UU. desconocido Desconocido 1938 Bangkok, Tailandia Filipinas establecido algunos 1940 Asia Hawai no establecido Desconocido Fuente: Fishbase (FAO, 2013)

Tabla 9: Introducción Macropodus opercularis Fecha / Periodo De A Establecido Ecol. efectos desconocido Desconocido Madagascar establecido Desconocido desconocido Desconocido Filipinas desconocido Desconocido desconocido Desconocido Rusia desconocido Desconocido desconocido El sudeste de Asia EE.UU. no establecido Desconocido 1914 Corea Japón establecido Desconocido Fuente: Fishbase (FAO, 2013)

9. Antecedentes de Mercado y Comercialización.

Los principales países que tradicionalmente se han especializado en la reproducción, cultivo, propagación y exportación de peces ornamentales de agua dulce son Tailandia, Indonesia, Singapur, Hong Kong, Malasia y Japón. En el 2012, Singapur fue el principal país exportador de este rubro con USD 61,8 millones, segundo, España con USD36 millones y tercero, Japón con USD 34,2 millones, según cifras de TradeMap. (http://www.legiscomex.com. Abril 2013) Tabla 10: Principales países exportadores de peces ornamentales (2012) Ranking Nº País 2012 (USD millones) 1. Singapur 61,8 2. España 36,0 3. Japón 34,2 4. Malasia 22,5 5. Indonesia 21,0 6. Tailandia 19,3 7. República Checa 19,1 8. Países Bajos 17,8 9. Israel 14,1 10. EE UU 13,1 Fuente: http://www.legiscomex.com/

Tabla 11: Principales países importadores de peces ornamentales (2012) Ranking Nº País 2012 (USD millones) 1. EE UU 57,6 2. Reino Unido 26,9 3. Singapur 24,3 4. Alemania 21,7 5. Japón 19,4 6. Francia 16,6 7. Hong Kong 15,1 8. Países Bajos 12,9 9. Malasia 11,0 10. España 10,4 Fuente: http://www.legiscomex.com/

En relación a los precios de los peces ornamentales se presenta tabla con precios actualizados a noviembre 2013 para los peces de esta familia que han sido seleccionados en este estudio.

Tabla 12: Precios de venta al público en tiendas online para peces ornamentales de la Familia Ospronemidos. Especie Precio venta publico online Chile ($) España (euros$) Betta splendens 5.000 3,6 a 7,95 Trichopodus trichopterus 2.000 2,79 a 4,71 Trichogaster leeri 2.000 3,6 Macropodus opercularis S/I 2,8 Fuente: CORDUNAP, a partir de http://www.virtualfish.cl, Http://www.aquavirtual.cl, http://www.pezcenter.com, http://www.slideshare.net. En donde: S/I = Sin Información

10. Referencia Bibliográfica Consultada.

Decreto (DS) 730, Resolución 2633, 2013. Reglamento de internación de especies, Ministerio de Economía Fomento y Turismo. Valparaíso. 35 pp. En: http://www.subpesca.cl Consultado en Octubre 6 de 2012. http://es.wikipedia.org/wiki/Osphronemidae. Consultado 15 febrero 2013. http://www.aquavirtual.cl/index.php?cPath=27&sort=3a&page=2. Consultada el 18 noviembre 2013. http://www.aquavirtual.cl/index.php?cPath=27&sort=3a&page=3. Consultada el 18 noviembre 2013. http://www.fishbase.org/Diseases/DiseasesList.php?ID=4768&StockCode=4992. Consultada 10 septiembre 2013. http://www.fishbase.org/Diseases/DiseasesList.php?ID=4675&StockCode=4893. Consultada 10 septiembre 2013. http://www.fishbase.org/Diseases/DiseasesList.php?ID=4674&StockCode=4892. Consultada 10 septiembre 2013. http://www.fishbase.org/Diseases/DiseasesList.php?ID=4777&StockCode=5001. Consultada 10 septiembre 2013. http://www.fishbase.org/Introductions/IntroductionsList.php?ID=4768&GenusName=Betta&Speci esName=splendens&fc=429&StockCode=4992. Consultada 10 septiembre 2013. http://www.fishbase.org/Introductions/IntroductionsList.php?ID=4777&GenusName=Macropodu s&SpeciesName=opercularis&fc=429&StockCode=5001. Consultada 10 septiembre 2013. http://www.fishbase.org/Introductions/IntroductionsList.php?ID=4674&GenusName=Trichopodus &SpeciesName=leerii&fc=429&StockCode=4892. Consultada 10 septiembre 2013. http://www.fishbase.org/Introductions/IntroductionsList.php?ID=4675&GenusName=Trichopodus &SpeciesName=trichopterus&fc=429&StockCode=4893. Consultada 10 septiembre 2013. http://www.legiscomex.com. Abril 2013. Estudio de mercado Peces ornamentales en Colombia, En http://www.legiscomex.com/BancoMedios/Documentos%20PDF/estudio%20peces%20ornamenta les%20completo3.pdf. Consultada el 18 noviembre 2013. http://www.pezcenter.com/busqueda.php?texto=Betta+splendens. Consultada el 18 noviembre 2013. http://www.pezcenter.com/busqueda.php?texto=Macropodus+opercularis. Consultada el 18 noviembre 2013. http://www.pezcenter.com/busqueda.php?texto=Trichogaster+leeri. Consultada el 18 noviembre 2013. http://www.slideshare.net/Aquaticalzira/stock-ornamental. Consultada el 18 noviembre 2013. http://www.virtualfish.cl/verTodos.asp?TipoProducto=Peces&Acuario=Dulce&Categoria=Anab%E1 ntidos. Consultada el 18 noviembre 2013.

Landines, M., F. Urueña, J.C. Mora, L. Rodríguez, A. Sanabria, D. Herazo, J. Botero. 2007. Producción de Peces Ornamentales en Colombia. INCODE. Colombia, 240 pp. En: http://www.docentes.unal.edu.co/malandinezp/docs/Produccion%20de%20peces%20ornamental es%20en%20Colombia.pdf. Consultada el 7 octubre 2012.

Familia: Loricariidae (Loricaridos)

Taxonomía: Clase: Actinopterygii Orden: Siluriformes Familia: Loricariidae

1. Descripción.

Sin duda en esta familia se encuentran los representantes por excelencia de los peces sudamericanos. Es una familia extremadamente diversa en la que se pueden encontrar ejemplares de apenas 2 cm como el otocinclo, o individuos que superan los 50 cm como los “corronchos”, los cuales inclusive son consumidos en algunas regiones de Colombia. Está constituida por más de 500 especies, la mayoría de las cuales son de uso ornamental, siendo muy populares en los acuarios de todo el mundo, gracias a que por sus hábitos alimenticios mantienen limpios los vidrios de los acuarios, al succionar pequeñas algas que se adhieren a ellos. Todas las especies presentan barbillones, siendo clasificadas por esta razón dentro del grupo de los “peces gato”, al cual también pertenecen todos los peces conocidos popularmente como bagres. Dichos barbillones son estructuras táctiles que poseen irrigación e inervación abundante, permitiendo a los peces ubicarse dentro del acuario, percibir el alimento y en general realizar todas las actividades que difícilmente lograrían hacer a través de la vista, pues en general tienen ese sentido poco desarrollado, son casi siempre especies solitarias y de hábitos nocturnos que prefieren vivir en el fondo de los acuarios o escondidas entre la vegetación o las rocas. Poseen el cuerpo recubierto de placas óseas, característica inconfundible de la familia. En términos generales son especies de cuerpo alargado y aplanado y coloración oscura, que poseen una boca localizada en la parte inferior de la cabeza que les permite succionar el alimento presente en el fondo, en rocas, en troncos o como fue mencionado, en los vidrios de los acuarios. Casi todos necesitan temperaturas altas para su óptimo mantenimiento. (Landines et al., 2007).

A continuación se entrega tabla con descripción de las especies seleccionadas de esta familia:

Tabla 1: Descripción de especies. Nombre Científico Nombre Común Descripción Se trata de una especie de gran tamaño pudiendo alcanzar en estado adulto los 50 cm. Su cuerpo es robusto y está cubierto de placas óseas. Presenta boca en forma de ventosa y pequeños dientes Pterygoplichthys similares a cucharas en cada ramo de la mandíbula. Cucha mariposa, corroncho, leopard gibbiceps(Glyptoperichthys Su coloración es marrón oscura con manchas negras pleco, sailfin pleco. gibbiceps) vivas amorfas que se extienden sobre todo el cuerpo, siendo más intensas en los juveniles. Gracias a dicha coloración recibe el nombre común de ‘’leopardo’’. Algunos individuos presentan coloración más oscura en la parte posterior del cuerpo. Este loricárido también puede llegar a alcanzar los 50 cm de longitud total. Su cuerpo es alargado con costados ligeramente comprimidos y está cubierto de Hipostomo, cacucho, coroncoro, placas óseas con excepción del vientre. Presenta Hypostomus plecostomus corroncho, cucha, spotted pleco, boca ventral en forma de ventosa con un par de suckermouth catfish. barbillones laterales. Es de color marrón grisáceo con puntos oscuros, el vientre es blanquecino o marrón pálido. En estado adulto puede llegar a medir unos 25 cm de longitud total. Su cuerpo es bastante alargado y comprimido dorso ventralmente y posee varias hileras de placas óseas. El lóbulo superior de la aleta caudal es bastante prolongado finalizando en forma Alcalde, pez gato, loricaria, cola de de látigo, carece de aleta adiposa. Sus labios son Rineloricaria microlepidogaster látigo, lobulados y el superior se extiende hacia atrás small-scaled whiptail catfish. formando una poderosa ventosa. Su dorso es de color marrón amarillento y posee numerosas manchas irregulares de tono oscuro, las cuales se unen en el pedúnculo caudal formando líneas transversales. A diferencia de las anteriores es una cucha pequeña que alcanza máximo los 6 cm de longitud. Posee una cabeza ancha con ojos móviles en posición dorsal; presenta una hilera de dientes en cada ramo de la Cucha piña, plecos sucker, clown boca, la cual se ve adornada por duros “bigotes’’ Peckoltia sp plecostomo, broad-banded táctiles en los costados. Su aleta dorsal posee 8 peckoltia. radios y presenta aleta adiposa. Es de color marrón oscuro con manchas claras que son amorfas en la parte anterior, pero se convierten en cuatro bandas transversales a partir de la aleta dorsal. Con cabeza ancha y cuerpo aplanado, este pez posee placas óseas que le dan una apariencia robusta. Cucha xenocara, cucha negra, hocico Presenta una aleta dorsal con 8 radios ramificados y espinoso de aleta grande, cucha Ancistrus dolichopterus pedúnculo caudal corto. Su coloración barbuda, bluechin xenocara, va desde el negro hasta el marrón con manchas de bushymouth catfish. color ocre, pudiendo excepcionalmente encontrarse ejemplares claros. La cabeza de este pez es alargada presentando una prolongación redondeada en forma de pico. Su Pez gato varilla, lapicero, twig cuerpo es alargado y de bajo diámetro, con un Farlowella acus catfish, farlowella, needelnose, pedúnculo caudal fino y alargado, dando la whiptail catfish. apariencia de “varilla’’. Su color va de verde oliva a pardo-amarillento. Fuente: Landines et al., 2007

2. Estado de importación de la Especie en Chile.

Especies exóticas, que se encuentra dentro de la nomina de las especies hidrobiológicas vivas no transgénicas cuya importación ha sido autorizada para su cultivo o mantención en circuito controlado exclusivamente como pez de ornamento ornamento (Decreto Supremo D.S. N° 730/1995, Resolución Exenta N° 2633/2013).

3. Ciclo Biológico y Biología reproductiva.

Las especies de esta familia tienen distintos comportamientos reproductivos, por lo que se describirán en forma individual.

Pterygoplichthys gibbiceps, Hypostomus plecostomus:

Se trata de dos especies similares, no sólo en morfología y tamaño sino también en sus hábitos y características reproductivas. Presentan fertilización y desarrollo embrionario externo. Por lo general se reproducen una vez al año durante los meses de abril a junio.

Una vez maduros los machos construyen nidos. Valiéndose de movimientos ondulantes cavan túneles de aproximadamente 70 cm de longitud y unos 15 cm de diámetro, que finalizan en una bóveda más amplia que la entrada, para esto seleccionan los taludes del estanque donde hay menor incidencia de los rayos solares. No se observa ningún tipo de cortejo, aparentemente las hembras seleccionan el nido más adecuado y desovan en el. Varias hembras pueden desovar en el mismo nido, lugar en el cual el macho se encarga de cuidar los huevos y crías quedándose en la entrada del mismo. (Landines et al., 2007).

Rineloricaria microlepidogaster:

Esta especie se reproduce durante todo el año. Su fertilización y desarrollo embrionario son externos y presenta cuidado parental. Posee gran tropismo por las zonas oscuras y ricas en lodos, lugar donde realizan el desove sin que se observe ningún tipo de cortejo. Como en la mayoría de los silúridos, los huevos presentan una capa gelatinosa externa. Dicha capa permite que los huevos formen “racimos” de aproximadamente 250 huevos por desove, los cuales serán cuidados por el macho quien los mantendrá bajo su vientre inmediatamente después de la fertilización, para después tomarlos en su boca, presionándolos fuertemente con las prolongaciones de sus labios. Permanentemente el macho generará flujo de agua con sus aletas e incubará las crías en su boca hasta que puedan nadar. (Landines et al., 2007).

Peckoltia sp.:

Al igual que las anteriores presenta fertilización y desarrollo embrionario externos y tal como ocurre con el alcalde, también se reproduce varias veces al año. Una vez se conforma la pareja, esta se aísla del grupo buscando un lugar plano en el que cavará un pequeño nido de una profundidad no superior a los 3 cm y diámetro aproximado de 5 cm Allí la hembra deposita cerca de 70 huevos redondos y de color amarillo. Posteriormente el macho se posa encima y los abanica suave mente con sus aletas hasta el momento de la eclosión. (Landines et al., 2007).

Ancistrus dolichopterus: la fertilización y desarrollo embrionario son externos El macho demuestra su estado de madurez con la vistosidad de sus barbas, generalmente ubica un hueco en la vegetación sumergida y comienza a cuidarlo celosamente mostrándose territorial. La hembra suele introducirse en dicho agujero, lugar en donde se producirá el desove. El cuidado parental es tarea del macho, quien defiende sus crías de todos los intrusos y mediante movimiento de sus aletas pectorales proporciona flujo de agua a los huevos. (Landines et al., 2007).

Farlowella acus:

Esta singular especie busca zonas con abundante vegetación para realizar el desove, la pareja limpia minuciosamente una ramita dentro de las palizadas, prefiriendo trozos delgados y rectos donde se puedan posar fácilmente y realizar el desove, el cual por lo general es de entre 50 y 70 huevos. Su fertilización es externa, al igual que el desarrollo embrionario. Después del desove, el macho se posa sobre la postura como estrategia para camuflar los huevos con su cuerpo, simulando una rama. Durante el cuidado parental, eliminan los huevos infértiles y cuida las larvas limpiándolas minuciosamente. (Landines et al., 2007).

4. Distribución Geográfica.

Todos ellos son originarios de la parte norte de Sudamérica, principalmente de las zonas con influencia Amazónica.

En Tabla se indica la distribución de cada una de las especies seleccionadas:

Tabla 2: distribución Geográfica Nombre Científico Distribución Geográfica Pterygoplichthys gibbiceps Amazonas, Orinoco, Vita. Amazonas, Putumayo, Caquetá, Orinoco, Meta, Hypostomus plecostomus Vichada, Guaviare, Catatumbo, Magdalena. Rineloricaria microlepidogaster Amazonas, Orinoco. Peckoltia sp Amazonas, Orinoco, Inirída, Meta. Ancistrus dolichopterus Amazonas, Orinoco. Farlowella acus Putumayo, Orinoco, Guaviare, Meta. Fuente: Landines et al., 2007

5. Ecología.

Tabla 3: Aspectos ecológicos peces Familia Osteoglossidae Nombre Científico Ecología Esta especie se encuentra ampliamente distribuida en la Orinoquía, principalmente en afluentes menores, caños y lagunas, los cuales se caracterizan por poseer gran cantidad de materia orgánica en suspensión que aumenta la turbidez, Pterygoplichthys gibbiceps generando de este modo un sinnúmero de colores de agua. (Glyptoperichthys gibbiceps) Generalmente prefieren las zonas de fondo lodoso o ricas en refugios tales como grandes rocas, cavernas naturales o raíces, que garanticen protección y una adecuada oscuridad, pues en general son de hábitos nocturnos.

Su hábitat es muy similar al de Pterygoplichthys gibbiceps. Hypostomus plecostomus

Generalmente se les encuentra hacia las orillas de los ríos con poca corriente y alta concentración de sedimentos, se posan sobre las raíces de los árboles y troncos hundidos. La mayor Rineloricaria microlepidogaster parte del día permanece estático y hacen bruscos movimientos en las noches.

Frecuenta los bancos de arcilla que se forman en las orillas de afluentes menores que poseen un curso rápido, en estos excavan magnificas colonias de cría; también se les encuentra Peckoltia sp entre las rocas de mediano tamaño nadando contra la corriente.

Caños de aguas rápidas y cristalinas con abundantes rocas, se mantiene durante el día en las cavernas que forman las rocas y en la noche se le puede observar sobre estas buscando Ancistrus dolichopterus alimento. A diferencia de la cucha piña, evita mantenerse contra la corriente por eso busca las zonas más tranquilas.

Se le encuentra adherido a la vegetación en afluentes medios, Farlowella acus especialmente cerca de las zonas de rebalse, con una turbidez media. Fuente: Landines et al., 2007

6. Antecedentes de Tecnología de Cultivo.

De acuerdo a lo descrito por Landines et al., 2007 se entrega tecnología de cultivo para las especies seleccionadas. a) Reproducción:

Selección de reproductores.

Estas especies son bastante sensibles a factores estresantes por lo que preferiblemente es recomendable usar adultos criados en cautiverio. Para dicho propósito es conveniente formar planteles numerosos de juveniles que serán mantenidos por largos periodos de tiempo dada su baja tasa de crecimiento. Se seleccionan los individuos que posean mayor intensidad en su coloración o con características deseables como tonalidades más oscuras en la cola o mayor tamaño de aletas. Estos deben poseer un estado sanitario ideal, libres de parásitos o daños en su ’’exoesqueleto’’, deben mostrar vivacidad y movimientos fuertes cuando se sacan del agua. Aunque se puede apreciar abultamiento en el abdomen de las hembras maduras por lo general no existen características claras que indiquen el estado de madurez gonadal de los individuos. Por ello, se debe contar con un número significativo de ejemplares para garantizar que contamos con peces de ambos sexos, pues el sexaje en algunas especies es bastante complicado. Sin embargo, en la siguiente tabla se presentan los tamaños y edades aproximadas para la selección.

Tabla 4: Longitud, peso y edad aproximada de los reproductores. Especie Longitud total (cm.) Peso (g.) Edad aproximada (años) Pterygoplichthys gibbiceps 33 400 4 Hypostomus plecostomus 25 270 3 Rineloricaria microlepidogaster 5 5 1,5 Peckoltia sp 20 75 2 Ancistrus dolichopterus 7 35 2 Farlowella acus 15 5 2 Fuente: Landines et al.2007. En esta familia pueden existir diversas características reproductivas, que varían entre cada una de las especies. Por esta razón es muy difícil generalizar su manejo en un sistema productivo. Dada esta circunstancia es necesario trabajar cada especie individualmente.

Pterygoplichthys gibbiceps, Hypostomus plecostomus.

Con un buen manejo en los estanques se pueden obtener reproducciones dos veces al año.

El plantel de reproductores debe mantenerse en estanques en tierra a una densidad de un individuo cada 1,5 m2. La proporción ideal de siembra es de tres hembras por macho, razón por la cual cuando se haya identificado el sexo de los ejemplares es conveniente marcarlos para tener certeza que se está respetando dicha proporción. Una manera de inducir el desove es realizando una restricción alimenticia, consistente en un ayuno alternado de los animales durante 4 días a la semana, aproximadamente tres semanas antes del desove. Transcurrido este tiempo, los animales desovarán dentro de las bóvedas de las cavernas. Quince días después se deberá secar el estanque para extraer las crías; durante este procedimiento los reproductores se pueden dejar en piletas de concreto, donde descansarán por una semana.

Rineloricaria microlepidogaster.

La densidad de siembra aconsejada para los reproductores es de 4 individuos por metro cuadrado. Se recomienda mantener troncos sumergidos, tubos o tejas de “eternit” dentro del estanque para qué sir van de refugio a la progenie. Se deben extraer los alevines del estanque una vez termine el cuidado parental y cuando ya presenten exoesqueleto. Es importante observar minuciosamente el lodo cerca al desagüe puesto que los alevines suelen enterrarse en ese sector.

En esta familia pueden existir diversas características reproductivas, que varían entre cada una de las especies. Por esta razón es muy difícil generalizar su manejo en un sistema productivo. Dada esta circunstancia es necesario trabajar cada especie individualmente.

Pterygoplichthys gibbiceps, Hypostomus plecostomus.

Con un buen manejo en los estanques se pueden obtener reproducciones dos veces al año.

Rineloricaria microlepidogaster.

Peckoltia sp.

La densidad de siembra aconsejada para los reproductores es de 6 individuos por metro cuadrado. Como el dimorfismo sexual no es tan marcado se debe utilizar como mínimo un grupo de 30 ejemplares en cada estanque de reproducción. Para el manejo es recomendable mantener troncos sumergidos dentro del estanque para que sirvan de refugio a la progenie, además favorecen la adecuada población de plancton. Las crías deben recolectarse una vez reabsorban el saco vitelino y hayan desarrollado su “caparazón” externo. En ocasiones es conveniente fabricar unos “escalones” en los estanques para que la pareja suba a ellos y construya allí su nido.

Ancistrus dolichopterus.

Los reproductores se deben colocar a una densidad de un individuo por metro cuadrado, agregando troncos sumergibles y tubos dentro del estanque. Por el comportamiento territorial de los machos se recomienda colocar uno por cada dos hembras. Después que termina el cuidado parental, las post-larvas nadan libremente y se posan en los trocos y demás superficies, facilitando su captura.

Farlowella acus.

Se debe colocar un grupo grande de reproductores a una densidad de 6 individuos por metro cuadrado, en un estanque previamente enriquecido con troncos sumergibles que posean ramas de pequeño grosor, también se puede enriquecer con plantas como gramíneas cuyo tallo sea acuático. Finalizado el cuidado, las crías se observan consumiendo algas sobre tallos o ramas, instante en el cual se deben cosechar. b) Larvicultura y Alevinaje:

A diferencia de la reproducción, la Larvicultura si es similar para todas las especies, razón por la cual se explicará en conjunto. Las larvas de estas especies son bastante sensibles a la manipulación ya que su única defensa con el medio exterior (coraza ósea) aun no se ha formado. Una inadecuada manipulación podría ocasionar una mortalidad hasta del 100% de los ejemplares. Por esta razón, las larvas no deben ser retiradas de los nidos o del cuidado de sus padres hasta que se produzca la reabsorción del saco vitelino. Para efectos prácticos se deben realizar la cosecha mínimo una semana después de haberse producido el desove, pues para entonces los pequeños individuos ya habrán reabsorbido el vitelo y endurecido su cuerpo. Si se mantiene una población alta de fitoplancton se garantiza alimento para las larvas y alevinos, por esta razón se hace necesario abonar periódicamente (cada 15 días) el estanque con gallinaza y suspender el recambio de agua parcialmente, de igual forma se debe controlar la proliferación de odonata, enemigo importante durante esta fase. En muchos casos la cosecha de las crías demanda desocupar el estanque, cerciorándose que los nuevos individuos no se salgan por el desagüe; para ello se puede utilizar malla de anjeo en la boca del tubo. Antes de esto se deben sacar los reproductores tomándolos con la mano, para evitar así posibles daños por trauma contra las crías. Las actividades de pesca de alevines se pueden realizar con chinchorros finos de aproximadamente 1,5 m de largo, nasas tupidas o manualmente cuando aun están dentro de los nidos. Es necesario poseer recipientes con agua limpia para lavar las crías y para transportarlas a la zona de acopio.

c) Levante y Acopio:

Se lleva a cabo preferiblemente en pequeños estanques bien abonados y/o fertilizados o en tanques plásticos oscuros, hasta alcanzar la talla comercial. El acopio de los ejemplares se puede hacer en acuarios con refugios, tanques plásticos bajitos o piletas en concreto. Si se coloca un animal por cada litro de agua no se hace necesario el aireador. El levante de estas especies funciona mejor en estanques en tierra, debido a que son de crecimiento lento. Levantar alevinos para llevarlos a tallas comerciales más grandes no es rentable ya que en estas especies no se paga mejor por el tamaño; por el contrario, ejemplares muy grandes son difíciles de comercializar por problemas para el transporte.

Tabla 5: Parámetros de cultivo Especies Temperatura °C pH Dureza (mg/L) Pterygoplichthys gibbiceps, Hypostomus plecostomus, Rineloricaria microlepidogaster, 20,0 - 28,0 30 - 280 Peckoltia sp. 5,5 - 8,0 Ancistrus dolichopterus, Farlowella acus Fuente: Landines et al. 2007; Web El Acuario.Net; Fishbase(FAO,2013).

7. Antecedentes Sanitarios.

Para las especies Pterygoplichthys gibbiceps, Rineloricaria microlepidogaster, Peckoltia sp no presentan registros de enfermedades en la base de datos de FAO (Fishbase).

A continuación tabla de enfermedades que afectan a las especies seleccionadas de este grupo:

Tabla 6: Enfermedades Especie Bacteriana Parasitaria Fúngicas Hypostomus plecostomus Enfermedad de las manchas blancas (Ichthyophthirius ) Infección por Gyrodactilus sp. Enfermedad del terciopelo (Oodinium limneticum Ancistrus dolichopterus Aeromonosis (Aeromonas Infección por Ichthyobodo sp hydrophila ) Infección por Cryptobia sp. Infecciones bacterianas Infección por (general) Capillostrongyloides ancistri Farlowella acus Infección fúngica externa (Saprolegnia sp.) Fuente: Fishbase(FAO,2013).

8. Antecedentes de Introducción en Otros Países.

De las 6 especies seleccionadas de esta familia solo Hypostomus plecostomus cuenta con información en base de datos de FAO (Fishbase) respecto de su introducción en otros países que no corresponden con su área. Estos datos se encuentran indicados en la tabla siguiente:

Tabla 7: Introducción Hypostomus plecostomus Fecha / Periodo De A Establecido Ecol. efectos 1975-1999 Brasil Bangladesh Establecido Desconocido 1975-1999 América del Sur Florida y Texas Establecido Desconocido Desconocido Desconocido Tailandia Establecido Desconocido Desconocido Desconocido Vietnam Establecido Desconocido Desconocido Desconocido Singapur Desconocido Desconocido Desconocido Desconocido Malasia Establecido Desconocido Desconocido Desconocido Hong Kong Desconocido Desconocido Desconocido Desconocido Taiwan Establecido Desconocido Desconocido Desconocido Sri Lanka Establecido Algunos 1970 - 1979 Desconocido Filipinas Establecido Algunos 1990 América del Sur China Desconocido Desconocido 2000 Asia Reino Unido No establecido Desconocido Fuente: Fishbase(FAO,2013)

9. Antecedentes de Mercado y Comercialización.

Tabla 8: Principales países exportadores de peces ornamentales (2012) Ranking Nº País 2012 (USD millones) 1. Singapur 61,8 2. España 36,0 3. Japón 34,2 4. Malasia 22,5 5. Indonesia 21,0 6. Tailandia 19,3 7. República Checa 19,1 8. Países Bajos 17,8 9. Israel 14,1 10. EE UU 13,1 Fuente: http://www.legiscomex.com/

Tabla 9: Principales países importadores de peces ornamentales (2012) Ranking Nº País 2012 (USD millones) 1. EE UU 57,6 2. Reino Unido 26,9 3. Singapur 24,3 4. Alemania 21,7 5. Japón 19,4 6. Francia 16,6 7. Hong Kong 15,1 8. Países Bajos 12,9 9. Malasia 11,0 10. España 10,4

En la tabla siguiente se dan a conocer algunos precios actualizados a noviembre 2013 de algunos peces pertenecientes a la familia Loricariidae incluidos en este estudio, precios venta publico en tiendas online.

Tabla 10: Precios de venta al público en tiendas online para peces ornamentales de la Familia Loricariidae Especie Precio venta publico online Chile España (euros$) Pterygoplichthys gibbiceps S/I 3,2 (Glyptoperichthys gibbiceps) Hypostomus plecostomus 3.000 2,7 Rineloricaria S/I 13,75 microlepidogaster Peckoltia sp. 8.000 48,5 Ancistrus dolichopterus 5.950 7,65 a 17,65 Farlowella acus 8.300 16,1 Fuente: Elaboración propia a partir de http://www.aquavirtual.cl, http://www.virtualfish.cl, http://articulo.mercadolibre.cl, http://www.pezcenter.com. En donde: S/I = Sin Información

10. Referencia Bibliográfica Consultada.

Decreto (DS) 730, Resolución 2633, 2013. Reglamento de internación de especies, Ministerio de Economía Fomento y Turismo. Valparaíso. 35 pp. En: http://www.subpesca.cl Consultado en Octubre 8 de 2013. http://www.fishbase.org/Diseases/DiseasesList.php?ID=3057&StockCode=3253. Consultado en Octubre 8 de 2013. http://www.fishbase.org/Diseases/DiseasesList.php?ID=12213&StockCode=12539. Consultado en Octubre 8 de 2013. http://www.fishbase.org/Diseases/DiseasesList.php?ID=11280&StockCode=11605. Consultado en Octubre 8 de 2013. http://www.fishbase.org/Introductions/IntroductionsList.php?ID=3057&GenusName=Hypostomus &SpeciesName=plecostomus&fc=157&StockCode=3253. Consultado en Octubre 8 de 2013. http://www.legiscomex.com. Abril 2013. Estudio de mercado Peces ornamentales en Colombia, En http://www.legiscomex.com/BancoMedios/Documentos%20PDF/estudio%20peces%20ornamenta les%20completo3.pdf. Consultada el 18 noviembre 2013. http://articulo.mercadolibre.cl/MLC-412688426-pez-farlowella-_JM. Consultada el 18 noviembre 2013. http://www.aquavirtual.cl/index.php?cPath=27&sort=3a&page=3. Consultada el 18 noviembre 2013. http://www.pezcenter.com/a-1-31-0-0-0-0/HYPOSTOMUS-PLECOSTOMUS--5-cm.htm. Consultada el 18 noviembre 2013. http://www.pezcenter.com/a-1-122-0-0-0-0/FARLOWELLA-ACUS-8-10-cm.htm. Consultada el 18 noviembre 2013. http://www.pezcenter.com/a-1-244-0-0-0-0/L-134-PECKOLTIA-SP--5-6-cm.htm. Consultada el 18 noviembre 2013. http://www.pezcenter.com/a-1-474-0-0-0-0/RINELORICARIA-MICROLEPIDOGASTER---4---6cm.htm. Consultada el 18 noviembre 2013 http://www.pezcenter.com/busqueda.php?texto=Ancistrus+dolichopterus. Consultada el 18 noviembre 2013. http://www.pezcenter.com/busqueda.php?texto=Pterygoplichthys+gibbiceps. Consultada el 18 noviembre 2013. http://www.virtualfish.cl/verTodos.asp?TipoProducto=Peces&Acuario=Dulce&Categoria=Siluros. Consultada el 18 noviembre 2013.

Landines, M., F. Urueña, J.C. Mora, L. Rodríguez, A. Sanabria, D. Herazo, J. Botero. 2007. Producción de Peces Ornamentales en Colombia. INCODE. Colombia, 240 pp. En: http://www.docentes.unal.edu.co/malandinezp/docs/Produccion%20de%20peces%20ornamental es%20en%20Colombia.pdf. Consultada el 7 octubre 2012.

Familia: Osteoglossidae (Osteoglosos)

Taxonomía: Clase: Actinopterygii Orden: Osteoglossiformes Familia: Osteoglossidae

1. Descripción.

Familia que agrupa peces muy antiguos cuya característica principal es poseer lengua ósea. En esta ficha se dará a conocer información respecto a dos especies de esta familia, ambas tienen un alto valor comercial por ser consideradas los “peces dragón” sudamericanos, característica que les ha hecho ganar gran prestigio en los acuarios del mundo entero.

A continuación se entrega tabla con descripción del grupo de especies seleccionadas:

Tabla 1: Descripción de especies. Nombre Científico Nombre Común Descripción La arawana plateada es un pez de escamas, con cuerpo alargado y comprimido lateralmente, que tiene como característica importante el gran tamaño de su aleta anal, la cual ocupa casi el 50 % de la longitud del individuo. Posee boca grande e inclinada con dientes pequeños y filosos en Arawana, arawana plateada, las mandíbulas. Su lengua es ósea, siendo esta la principal Osteoglossum bicirrhosum, arawana silver, monaikudo, silver característica de las especies del género. En la mandíbula arowana, aruana, dragon fish. inferior cuenta con dos cirros (barbillas) que son utilizados para generar un buen flujo de agua hacia la boca en aguas con deficiente nivel de oxígeno. La boca presenta unos pliegues que le permiten abrir ampliamente a la hora de capturar presas grandes o en los machos cuando se lleva a cabo el cuidado parental.

En general exhibe características similares a la arawana plateada, difiriendo básicamente en la coloración, la cual muestra tonalidad azul metálica siendo Arawana, arawana azul, arawana más clara en el abdomen, todas sus aletas poseen tonalidad negra, azul con bordes color marrón, los juveniles poseen bandas Osteoglossum ferreirai black arowana, blue arowana, horizontales a lo largo del cuerpo. Al igual que la arawana black plateada posee vértebras no articuladas y una disposición dragon fish. oblicua de la musculatura lisa. O. ferreirai tiene boca grande y oblicua, su cavidad bucofaríngea está cubierta de dientes, su estómago es elástico, el intestino es corto con dos ciegos pilóricos bien desarrollados. Fuente: Landines et al., 2007

2. Estado de importación de la Especie en Chile.

Especies exóticas, que se encuentra dentro de la nomina de las especies hidrobiológicas vivas no transgénicas cuya importación ha sido autorizada para su cultivo o mantención en circuito controlado exclusivamente como pez de ornamento ornamento (Decreto Supremo D.S. N° 730/1995, Resolución Exenta N° 2633/2013).

3. Ciclo Biológico y Biología reproductiva.

Se trata de dos especies muy similares en sus hábitos, comportamiento y características reproductivas. Presentan fertilización y desarrollo embrionario externo y cuidado parental por parte del macho, características asociadas al poco número de óvulos producidos por la hembra. Al igual que el Pirarucu (Arapaima gigas), únicamente es funcional la gónada izquierda pudiendo existir vestigios de la derecha. Una vez maduros se establecen parejas reproductivas, las cuales realizan su cortejo en las horas crepusculares, este consiste en una “danza” en círculos en la cual el macho persigue a la hembra y viceversa. Los círculos descritos no superan el metro de diámetro pudiéndose observar que los animales permanecen varios días en un mismo lugar. Este proceso se lleva a cabo en la parte superficial de la columna de agua por lo que se facilita su observación. Para el desove, los individuos buscan un lugar en el fondo de aproximadamente 25 cm en donde la hembra desovará, entre 100 y 300 óvulos, los cuales serán fertilizados por el macho, quien los tomará posteriormente en su boca para iniciar el proceso de incubación, pasadas de 6 a 8 semanas, los peces de alrededor de 9 cm, abandonan la boca del padre. (Landines et al., 2007; http://www.ecured.cu).

4. Distribución Geográfica.

En Tabla se indica la distribución de cada una de las especies seleccionadas.

Tabla 2: distribución Geográfica Nombre Científico Distribución Geográfica Osteoglossum bicirrhosum, Amazonas, Putumayo, Caquetá, Vichada, Tomo, Vita. Osteoglossum ferreirai América del Sur, río Negro y río Amazonas. Orinoco, Vichada, Tomo. Fuente: Landines et al., 2007

5. Ecología.

En la tabla 3 se indican aspectos ecológicos relacionados a las especies Osteoglossum bicirrhosum y Osteoglossum ferreirai.

Tabla 3: Aspectos ecológicos peces Familia Osteoglossidae Nombre Científico Ecología Osteoglossum bicirrhosum, Aunque se presume que la arawana plateada pertenece únicamente a la cuenca amazónica, algunos autores mencionan que se han encontrado ejemplares en zonas de los ríos Vichada, Tomo y Vita, pertenecientes a la Orinoquía, región de distribución de la arawana azul, la cual es endémica de los mencionados ríos. Ambas especies habitan el estrato superior de la columna de agua en zonas de aguas tranquilas como las lagunas y terrenos inundables ricos en material vegetal como raíces, troncos y empalizadas las cuales les proveen un refugio ideal ante sus posibles predadores. Por lo general frecuentan las orillas y zonas donde haya abundante vegetación en busca de insectos.

Osteoglossum ferreirai Ríos y lagunas de agua dulce. Preferentemente las aguas tranquilas, hábitat muy similar a Osteoglossum bicirrhosum Fuente: Landines et al., 2007; http://www.ecured.cu

6. Antecedentes de Tecnología de Cultivo.

De acuerdo a lo descrito por Landines et al., 2007 se entrega tecnología de cultivo para las 2 especies de esta familia seleccionadas.

Reproducción:

Es indispensable mantener los reproductores en estanques de tierra, debido a que en estructuras menores su adaptación resulta difícil, dado su temperamento nervioso. Los estanques pueden ser pequeños (250 – 300 m2), con una profundidad que oscile entre 0,80 y 1,20 metros, es importante que el estanque cuente con un buen sistema de drenaje que garantice el vaciamiento total, de preferencia el tubo de desagüe debe ser interno para facilitar el manejo en la captura. Los estanques deben tener vegetación en las orillas. Como práctica de manejo, suelen colocarse lámparas nocturnas sobre los estanques para atraer insectos que servirán de alimento para las arawanas.

En cautiverio la madurez gonadal es alcanzada en individuos de aproximadamente 2 años, tiempo en el cual alcanzan una longitud superior a 60 cm y pesos cercanos a 1 kg. Siempre y cuando los animales estén sanos y adaptados al consumo de concentrado podrán ser incorporados en el plantel de reproductores. Los reproductores, de preferencia, deben ser individuos levantados en cautiverio, ya que adultos extraídos del medio inhiben su reproducción a causa del estrés, además su consecución y transporte son muy difíciles.

Los ejemplares seleccionados deben ser colocados en estanques en tierra a una densidad de 1 individuo cada 10 m2. Dado el comportamiento gregario de la especie y para aumentar la probabilidad de formación de parejas, cada plantel debe contar con mínimo 20 ejemplares. La densidad reproductiva ideal es de un macho por cada hembra. El grupo de reproductores debe manipularse lo menos posible. De preferencia sólo deben ser capturados en el momento de la recolección de las larvas, proceso que generalmente se realiza dos veces por año, esto con el fin de evitar la inhibición de la reproducción por estrés o la pérdida de reproductores por traumatismos. De ser necesario manipular los reproductores la forma más adecuada de hacerlo es colocándolos dentro de una bolsa plástica, pues son peces extremadamente sensibles y pueden sufrir lesiones graves por causa de un mal manejo. El aspecto más importante a tener en cuenta para la captura de larvas es la identificación de los machos incubantes, tarea que es relativamente fácil pues los peces que están realizando la labor de incubación generalmente se aíslan del grupo, tienden a frecuentar las zonas más pobladas de vegetación, las orillas del estanque y el área del desagüe, caracterizándose por una disminución en su actividad natatoria; buscan las partículas de alimento sin embargo no lo consumen y hay un aumento considerable de la región bucal, con una coloración rojiza pálida. Es muy importante que su identificación sea realizada de manera precoz, para garantizar que el día de la colecta de las larvas (aproximadamente un mes después del desove), se obtengan números elevados de ellas y que las mismas estén en condiciones de sobrevivir fácilmente por si solas. Una vez identificados los machos incubantes, se procede a capturarlos para la recolección de las larvas. Este es un procedimiento importante que garantiza el éxito y calidad de la progenie. Para realizarlo se debe bajar el nivel del estanque a aproximadamente 50 cm, cuidándose de cubrir el tubo de desagüe con una malla para evitar la posible pérdida de las larvas. La pesca de las crías se debe realizar a dos chinchorros. El primero con un ojo de malla de aproximadamente 5 cm que servirá para capturar los reproductores, un segundo grupo irá dos metros detrás de la primera malla con un chinchorro fino de no más de 0,5 cm de ojo de malla, el cual recogerá larvas que probablemente fueron liberadas durante el proceso de pesca. Se debe tener en cuenta que los chinchorros deben avanzar simultáneamente y que debe haber un tercer grupo de personas encargado de la recolección y posterior ubicación de las crías en los recipientes (baldes, transportadores, bolsas, entre otros) que servirán para transportar las larvas al sitio de acopio. Es necesario revisar los machos antes de recogerlos con el chinchorro, depositando las crías en los transportadores. Aunque el procedimiento descrito pretende la captura de las larvas y liberación de los machos, es aconsejable que estos últimos también sean transportados con sus crías a piletas, en las cuales se dejarán por un par de días antes de ser devueltos, preferiblemente a otro estanque de reproductores. Durante ese periodo los machos volverán a tomar sus crías en la cavidad bucal, siendo necesaria una revisión completa de la misma antes de su liberación definitiva.

Larvicultura y Alevinaje:

Se observa un adecuado desarrollo y supervivencia cuando las larvas son mantenidas en acuarios o tanques plásticos. No ocurre lo mismo en piletas, las cuales brindan un ambiente hostil en esta etapa de desarrollo, ni en estanques debido a que las pérdidas por predación pueden llegar al 100%. La utilización de piedras difusoras con leves niveles de aireación disminuye los daños de las larvas pues nadan más placenteramente y no se ven agobiadas por el movimiento brusco del agua que generan los filtros. Hasta el momento en que se reabsorbe el saco vitelino no es necesaria la utilización de tapas o mallas, ya que por el peso del vítelo los individuos no pueden realizar saltos.

En términos generales se deben seguir las siguientes recomendaciones para el manejo adecuado de los animales en esta etapa:

• La columna de agua en la que se mantendrán las larvas no debe superar los 10 cm. • Dado su comportamiento gregario es necesario mantenerlas en grupos superiores a 20 individuos. • Hay que evitar la manipulación excesiva. • Se deben usar nasas tupidas en lo posible de nylon. • Un adecuado protocolo de alimentación garantiza que la transición de alimento vivo a balanceado no sea tan traumática. • Se debe controlar diariamente la concentración de amoniaco y nitritos.

Engorda o Levante:

Generalmente el acopio se realiza en acuarios a una densidad de 2 individuos por litro de agua, hasta que los animales son enviados al mercado. Otras alternativas económicamente viables para este proceso son los tanques o bateas (medias canecas) plásticas, aunque muchos acopiadores prefieren utilizar tinas de plástico. Algunos acopiadores levantan alevinos para llevarlos a tallas más grandes y obtener mejores precios en el mercado, similar proceso es llevado a cabo por productores para garantizar futuros reproductores, para dicho propósito es necesario contar con estructuras mayores como piletas en concreto o estanques. No obstante, las arawanas juveniles frecuentan el estrato superficial de la columna de agua siendo presa fácil de las aves, razón por la cual los estanques y las jaulas flotantes no ofrecen buenos resultados pues se pueden presentar pérdidas por predación hasta del 80%.

Para el manejo, cría y acopio de larvas, alevines y juveniles, los sistemas de acuarios, piletas en concreto y tanques plásticos resultan bastante eficientes, siempre y cuando se garanticen las adecuadas medidas de seguridad como son mallas protectoras o tapas para los acuarios. Es importante mantener temperatura y aireadores constantemente para mejorar la sobrevivencia de los ejemplares. En algunos casos se hace necesario cubrir los acuarios con plásticos negros para evitar el estrés, no se recomienda la utilización de gravilla o refugios ya que suelen ser “trampas” para las larvas y fuentes de contaminación. Es importante señalar que los animales se adaptan bien a las bajas de oxígeno, ya que pueden obtener este elemento de la interfase aire - agua gracias a sus cirros sensoriales y a ciertas adaptaciones en la vejiga gaseosa.

Tabla 4: Parámetros de cultivo Especies Temperatura °C pH Dureza (mg/L) Osteoglossum bicirrhosum, 24,0 - 30,0 5,5 - 6,8 < 120 Osteoglossum ferreirai Fuente: Landines, M. 2007. Web Mundo Acuariofilio, Web Dr Pez Atlas, Fishbase (FAO,2013).

7. Antecedentes Sanitarios.

Para la especie Osteoglossum ferreirai no se encuentran registro de enfermedades en base de datos de FAO (Fishbase).

A continuación tabla de enfermedades que afectan a las especies seleccionadas.

Tabla 5: Enfermedades Especie Bacteriana Viral Parasitaria Fúngicas Osteoglossum bicirrhosum, Infección por Camallanus acaudatus Osteoglossum ferreirai Fuente: Fishbase(FAO,2013).

8. Antecedentes de Introducción en Otros Países.

Las tablas que se muestran a continuación indican la introducción de estas especies en países en las que no son nativas.

Tabla 6: Introducción Osteoglossum bicirrhosum Fecha / Periodo De A Establecido Ecol. efectos Desconocido Desconocido Filipinas Desconocido Desconocido 1972 América del Sur Estados Unidos Probablemente no establecido Desconocido 1990 Desconocido China Desconocido Desconocido Fuente: Fishbase(FAO,2013)

Tabla 7: Introducción Osteoglossum ferreirai Fecha / Periodo De A Establecido Ecol. efectos 1990 América del Sur China Desconocido Desconocido 1990 Desconocido Philippines Desconocido Desconocido Fuente: Fishbase(FAO,2013)

9. Antecedentes de Mercado y Comercialización.

En relación a los precios solo se obtuvo el valor de la especie Osteoglossum bicirrhosum bajo la modalidad de venta online en tienda virtual española, el precio alcanzado para esta especie varía entre los 31,47 a los 86 euros (http://www.pezcenter.com; http://www.slideshare.net)

10. Referencia Bibliográfica Consultada.

Decreto (DS) 730, Resolución 2633, 2013. Reglamento de internación de especies, Ministerio de Economía Fomento y Turismo. Valparaíso. 35 pp. En: http://www.subpesca.cl . Consultado en Octubre 8 de 2013. http://www.ecured.cu/index.php/Arawana_negra. Consultada 10 septiembre 2013. http://www.fishbase.gr/Introductions/IntroductionsList.php?ID=6234&GenusName=Osteoglossu m&SpeciesName=bicirrhosum&fc=38&StockCode=6547. Consultada 10 septiembre 2013. http://www.fishbase.gr/Diseases/DiseasesList.php?ID=6234&StockCode=6547. Consultada 10 septiembre 2013. http://www.fishbase.org/Introductions/IntroductionsList.php?ID=8117&GenusName=Osteoglossu m&SpeciesName=ferreirai&fc=38&StockCode=8428. Consultada 10 septiembre 2013. http://www.legiscomex.com. Abril 2013. Estudio de mercado Peces ornamentales en Colombia, En http://www.legiscomex.com/BancoMedios/Documentos%20PDF/estudio%20peces%20ornamenta les%20completo3.pdf. Consultada el 18 noviembre 2013. http://www.pezcenter.com/busqueda.php?texto=Osteoglossum+bicirrhosum. Consultada el 18 noviembre 2013. http://www.slideshare.net/Aquaticalzira/stock-ornamental. Consultada el 18 noviembre 2013.

Landines, M., F. Urueña, J.C. Mora, L. Rodríguez, A. Sanabria, D. Herazo, J. Botero. 2007. Producción de Peces Ornamentales en Colombia. INCODE. Colombia, 240 pp. En: http://www.docentes.unal.edu.co/malandinezp/docs/Produccion%20de%20peces%20ornamental es%20en%20Colombia.pdf. Consultada el 7 octubre 2012.

Familia: Cichlidae (Cíclidos Americanos)

Taxonomía: Clase: Actinopterygii Orden: Perciformes Familia: Cichlidae

1. Descripción.

A la familia Cichlidae pertenecen los mejores ejemplares de la acuariofilia mundial, gracias a que en ella se encuentra una gran variedad de especies, todas ellas de coloración, forma y comportamiento muy interesantes y atractivos. Entre los cíclicos se pueden encontrar desde especies en las que sus ejemplares alcanzan una talla máxima de apenas 3 cm como son las del género Apistogramma, hasta las que sobrepasan los 50 cm como el tucunaré (Cichla spp.). Además de las diferencias en tamaño los cíclidos también presentan patrones de coloración muy característicos, los cuales pueden cambiar con la edad o con las variaciones medioambientales. Algunas especies presentan bandas u ocelos que utilizan como mecanismo de protección y mimetismo para ocultarse de sus predadores. La mayoría de las especies pertenecientes a este grupo tienen comportamiento territorialista y hábitos reproductivos muy complejos; algunas construyen nidos y cuidan de su prole, mientras que otras la incuban y mantienen en su cavidad bucal.( Landines et al. 2007).

Tabla 1: Descripción de especies Nombre Científico Nombre Común Descripción Festivo, festivum, falso escalar, Es un pez ovalado de costados aplanados, cuya característica más llamativa es una línea diagonal negra cíclido bandera, acara bandeira, Mesonauta festivus que atraviesa todo su cuerpo desde el hocico hasta la flan cichlid, barred cichlid, festive punta cichlid Es un pez de cuerpo discoidal, de costados aplanados y alto. Cabeza corta, con una región fronto-nasal cóncava y la boca pequeña, aletas sumamente grandes y desarrolladas, la dorsal y anal son las más grandes y Pez ángel, escalar, escalar común, desplegadas, las aletas pélvicas son muy alargadas y Pterophyllum scalare escalar de velo, angelfish. filiformes en la parte distal, piel cubierta de escamas ásperas, con coloración variada. Boca terminal, protráctil con dientes cónicos localizados en las dos maxilas negras sobre un color de base blanco o plateado.

H. severus es un pez mediano, su cuerpo es de forma discoidal y puede alcanzar una longitud estándar de 20 cm. Su Cuerpo es de color marrón con ocho bandas verticales que se extienden desde el dorso hasta el Falso disco, severum, banded vientre, sus aletas pectorales son hialinas, la aleta dorsal cichlid, convict fish, deacon, Heros severus y anal presentan bandas muy tenues, su boca es sedate cichlid, severum, striped pequeña y se encuentra en posición terminal, con cichlid dientes tricúspides. En el medio natural se alimenta de material vegetal, invertebrados y peces pequeños. Durante la reproducción exhibe un comportamiento agresivo y territorialista, por el cuidado parental que le ofrece a su prole. Tal como ocurre con el escalar, en cautiverio se han obtenido diversas variedades, siendo la más comercializada en la actualidad la que presenta coloración completamente naranja.

Nombre Científico Nombre Común Descripción Cíclido de tamaño mediano, alcanzando una longitud estándar entre 17 y 19 cm. Su cuerpo es moderadamente alargado, alto y de costados aplanados, su rostro es puntiagudo y estrecho, la silueta de su cabeza es recta con Juan viejo, jurupari, juan viejo tres líneas azules iridiscentes delante del ojo, sus ojos se jurupari, cerrillo, puerco, encuentran ubicados muy cerca de la región dorsal. Sus Satanoperca jurupari mojarra, demon heartheate, aletas son de coloración gris, la aleta dorsal larga y acabada heart – eater, eartheaing en punta, la aleta anal es bastante corta y la aleta caudal es devilfish, devilfish. grande y truncada. Su boca se encuentra en posición subterminal. Se alimenta principalmente de material vegetal, detritus y lar vas de dípteros acuáticos

Pez de tamaño moderado que puede alcanzar los 35 cm de longitud estándar. Su cuerpo es de forma ovalada, comprimido lateralmente. Todas sus aletas son oscuras. La base de las aletas dorsal y anal es densamente escamada. Presentan una coloración muy variable, de acuerdo con los Oscar, cíclido pavo real, cambios ambientales, aunque generalmente son de color terciopelo, acarahuazú, acará verde oliva grisáceo, con manchas oscuras en forma de grande, acará-açu, apaiari, camuflaje, con un ocelo negro ubicado en la parte superior Astronotus ocellatus cará grande, cará açu, marble del pedúnculo caudal y bordeado por un anillo anaranjado, el cichlid, velvet cichlid, wild cual parece un ojo que sirve para confundir a los predadores. oscar. La coloración de los juveniles es considerablemente diferente a la de los adultos, el fondo del cuerpo es claro y presenta un diseño en forma de red de color marrón oscuro que se extiende hasta las aletas y no posee ningún ocelo en el cuerpo. Su hábito alimenticio es omnívoro.

Especie de tamaño mediano que puede alcanzar hasta 18 cm de longitud; presenta forma ovalada, frente ancha y costados aplanados. Su coloración varía de acuerdo con el grado de desarrollo y comportamiento. Los peces jóvenes que no muestran un comportamiento agresivo y son gregarios, presentan una coloración pálida donde apenas se destacan los colores propios de la especie, tales como las manchas Acara, acara azul, mojarra de azules de la cara y la línea blanco amarillenta que bordea la río, mojarra azul, mojarrita, aleta dorsal y los radios duros de la anal. En los adultos, Aequidens pulcher mojarra pulcher, cíclido de quienes suelen ser agresivos, se destaca la línea vertical puntos azules, saddle cichlid, oscura que atraviesa el ojo y una mancha negra redondeada saddleback acara, blue acara. en medio del flanco. Sin embargo, en términos generales estos peces son de color marrón amarillento o grisáceo, con iridiscencias azules en todo el cuerpo y rayas transversales y puntos brillantes de color azul o verde azulado en la cabeza. Las aletas son de color verdoso o azulado con excepción de la caudal que presenta tonalidades rojizas. Su colorido suele intensificarse durante el periodo reproductivo

Symphysodon Los discos son peces de tamaño mediano con una longitud Disco, discus, acará disco. aequifasciatus estándar entre 13 – 15 cm, su cuerpo es comprimido lateralmente, sus aletas dorsal y anal son largas y densamente escamadas en la base, su boca es pequeña con labios delgados y provista con dientes cónicos dispuestos en una sola hilera, el opérculo es escamado. Posee dos aberturas nasales, sus escamas son pequeñas en disposición vertical, formando de 44 a 60 filas. Fuente: Landines et al. 2007

2. Estado de importación de la Especie en Chile.

Especies exóticas, que se encuentran dentro de la nomina de las especies hidrobiológicas vivas no transgénicas cuya importación ha sido autorizada para su cultivo o mantención en circuito controlado y exclusivamente como pez de ornamento (Decreto Supremo D.S. N° 730/1995, Resolución Exenta N° 2633/ 2013).

3. Ciclo Biológico y Biología reproductiva.

Las hembras de los cíclidos presentan ovarios asincrónicos, característica que garantiza obtener desoves durante todo el año, siendo esto una ventaja comparativa con otros grupos de peces cuya reproducción es anual. En escalares y festivum el proceso reproductivo se inicia cuando la pareja limpia minuciosamente el nido, garantizando que esté libre de patógenos. La hembra comienza a pegar hileras de huevos y enseguida el macho pasa sobre ellos fertilizándolos. Esta actividad se repite varias veces hasta que el nido queda cubierto por los huevos recién fertilizados. Los falsos discos presentan un comportamiento similar, pero por lo general el desove se lleva a cabo en sustrato horizontal. Aunque las tres especies presentan cuidado parental, en ocasiones (cría en acuario) los padres suelen ingerir los huevos o larvas, con la consiguiente pérdida de los mismos. Por esta razón es recomendable trasladar el nido con los huevos fertilizados a otro acuario más pequeño en donde tendrá lugar el desarrollo embrionario y eclosión de las larvas. También puede retirarse del acuario de reproducción a la pareja recién desovada y mantener el nido en dicho acuario hasta que las larvas eclosionen (3 – 5 días después). Es importante aclarar que después de la eclosión, las larvas aun continúan adheridas al nido, valiéndose para ello de un órgano en forma de ventosa que poseen en la cabeza. En el caso de los oscares, el desove también es realizado en sustrato horizontal, para lo cual los individuos seleccionan rocas planas en el fondo de los estanques, las limpian y realizan allí la postura, la cual es cuidada celosamente por los dos ejemplares. Las larvas son cuidadas en el nido hasta que consiguen nadar horizontalmente y posteriormente durante varias semanas, incluso hasta que alcanzan tallas superiores a los 3 cm. Durante esta fase, los nuevos individuos acompañan a sus padres como una densa nube que se mueve armoniosamente a su alrededor. Sin embargo, lo más recomendable es retirarlas cuando empiezan a nadar, para evitar pérdidas por predación y para disminuir el tiempo entre los desoves, debido a que los peces no desovarán de nuevo mientras estén ocupados del cuidado de sus crías. Los acaras no adhieren los huevos a ningún sustrato, depositándolos dentro del nido que han construido los machos, lugar en donde ejercen un estricto cuidado parental. Una vez se conforma la pareja el macho demarca su territorio nadando en círculos y ataca a cualquier intruso que se atreva a acercarse, la hembra lo apoya rigurosamente. Posteriormente se produce el desove y fertilización de los huevos, luego tanto el macho como la hembra los abanican permanentemente hasta que se produzca la eclosión (3 – 4 días). Juan viejo tiene un comportamiento de desove similar; sin embargo, la incubación y el cuidado parental son bucales.( Landines et al. 2007).

4. Distribución Geográfica.

Existen numerosas especies de cíclicos que habitan en las principales cuencas hidrográficas de Sur América, África, Centro América y un par de especies en Asia (India).

Tabla 2: distribución Geográfica Nombre Científico Distribución Geográfica Mesonauta festivus Amazonas, Vaupés, Orinoco, Meta, Vita. Pterophyllum scalare Amazonas, Putumayo, Caquetá, Guaviare Heros severus Amazonas, Orinoco, Inírida, Vichada, Vita Amazonas, Putumayo, Caquetá, Vaupés, Orinoco, Satanoperca jurupari Guaviare, Meta, Vita. Amazonas, Putumayo, Caquetá, Orinoco, Meta, Astronotus ocellatus Arauca. Aequidens pulcher Amazonía y Orinoquía Symphysodon aequifasciatus Cuenca media y baja del río Amazonas Landines et al. 2007.

5. Ecología.

Generalmente estos peces habitan en diferentes nichos ecológicos dada su gran versatilidad y capacidad de adaptación a las condiciones medioambientales propias de los ríos de aguas negras. No obstante, prefieren habitar en lagos o aguas de curso lento, las cuales poseen sustratos rocosos y abundante cobertura vegetal. (Ver tabla 3, para detalle por especie).

Tabla 3: Aspectos ecológicos peces Cíclidos Americanos Nombre Científico Ecología Se encuentra en afluentes medianos y profundos, cuya turbidez es muy baja, por esta razón tiende a esconderse en las raíces de la vegetación de la orilla, busca Mesonauta festivus zonas de sombrío donde encuentra abundante vegetación para pegar sus huevos.

Es similar al hábitat del festivum, en muchos casos se puede encontrar en zonas de desembocadura de afluentes menores a los grandes ríos, sin embargo prefiere los Pterophyllum scalare caños y chucuas donde haya abundante material vegetal

Este pez se encuentra en ríos y lagunas de aguas negras con abundante vegetación, Heros severus prefiere las aguas cálidas entre 26 y 28ºC con pH ácido y dureza baja.

Habita bajo la vegetación de las orillas de cuerpos de agua con poca corriente y de gran profundidad, ricos en sedimentos en suspensión. Suele encontrarse también Satanoperca jurupari en zonas inundables y en caños pequeños cerca de la desembocadura. Prefieren las áreas con pocas rocas en el fondo que sean oscuras. Busca zonas de baja corriente y profundidad media, donde pueda refugiarse entre raíces de troncos o ramas caídas. Prefiere aguas oscuras las cuales intensifican Astronotus ocellatus profundamente su color, se le encuentra principalmente en afluentes de mediano tamaño con fondo lodoso donde puede construir sus nidos.

Se encuentra ampliamente distribuida en los cuerpos de agua menores asociados a la cuenca de los ríos Amazonas y Orinoco. Prefiere aguas cristalinas con fondos Aequidens pulcher pedregosos, acostumbra permanecer las zonas profundas con menor corriente

Los peces disco habitan cerca de los márgenes de pequeños ríos y lagunas de aguas tranquilas y poco profundas, asociadas al río Amazonas. Estos cuerpos de agua se Symphysodon caracterizan por poseer abundante cobertura vegetal, la cual además de atenuar la aequifasciatus penetración directa de la luz en el agua les permite a los peces protegerse de sus predadores y también les sirve como límite para establecer sus propios territorios. Landines et al. 2007.

6. Antecedentes de Tecnología de Cultivo.

La tecnología de cultivo para estas especies se describirá de acuerdo a lo expuesto por Landines et al. 2007. Dependiendo de la especie, el manejo reproductivo puede realizarse en estanques o en acuarios. El primer caso se aplica principalmente al óscar, juan viejo y acara, debido al gran tamaño de los reproductores. Sin embargo, ellos también pueden reproducirse en tanques de gran tamaño o incluso en acuarios grandes. El segundo sistema se aplica más para falsos discos, escalares y falsos escalares, siendo estos últimos también manejados en estanque sin ningún problema. A continuación se describen los dos sistemas: a) Estanques:

Los estanques de entre 90 y 150 m, son ideales para el manejo reproductivo de los cíclidos, ya que van a permitir en el momento de la cosecha un menor esfuerzo, lo que no se lograría al utilizar estanques de mayor área. Para la mayoría de las especies es necesaria la colocación de “nidos” o sustratos de postura, pues como fue mencionado casi todos adhieren sus huevos a una superficie plana. En ese caso lo más recomendable es utilizar tubos de PVC suspendidos o piedras planas en el fondo de los estanques; inclusive en el caso de los oscares la utilización de una baldosa o un ladrillo ofrece excelentes resultados. Cuando se trabaja con escalares y falsos escalares es aconsejable que los sustratos de postura sean ubicados a lo largo y ancho del estanque, a una distancia de 1 m entre ellos aproximadamente. Posteriormente, los reproductores son colocados en los estanques en una proporción sexual de uno a uno y simplemente basta esperar a que los animales desoven por si solos, evento que tendrá lugar a los pocos días de ser ubicados en el estanque. Después del desove las larvas eclosionan entre 3 y 5 días y permanecen al cuidado de sus padres mientras reabsorben el saco vitelino, aproximadamente otros 3 días, tiempo en el cual ya se observan nadando en la superficie del estanque, siempre bajo el cuidado celoso de los reproductores. En ese momento ya pueden consumir alimento, razón por la cual los estanques deben permanecer abonados para que la disponibilidad del mismo sea constante. Esta es tal vez la mayor ventaja de la utilización de estanques en la producción, pues el alimento vivo está disponible permanentemente, no siendo necesario su suministro como en el sistema de acuarios. No obstante, la supervivencia en los acuarios es mayor, pues los nuevos individuos no tienen que enfrentarse ante ningún predador ni a condiciones climáticas adversas que en ocasiones se presentan en los estanques. Por esta razón es necesario aplicar tratamientos contra la odonata una vez se observan las primeras reproducciones y después de cada cosecha. Aunque este método es sencillo y demanda poca mano de obra, el control de los cruzamientos no es estricto por lo cual muchas veces se prefiere el manejo en acuarios cuando se trata de variedades genéticamente mejoradas. Después de observar las larvas nadando se debe iniciar una suplementación con alimento balanceado (45% de proteína), para que los animales se vayan acostumbrando a su consumo. La cosecha se realiza cuando los ejemplares tengan una talla promedio de 1 cm, siendo trasladados a acuarios, tanques o estanques de engorda para que alcancen la talla comercial. Algunos productores prefieren cosechar los cuando ya han adquirido la talla de venta; sin embargo, cuanto más temprano se retiren las crías, mayor periodicidad de desoves se tendrá en el estanque, motivo por el cual se recomienda una cosecha rápida y traslado a otro lugar. b) Acuarios:

Este sistema aunque funciona para la mayoría de las especies, generalmente se utiliza para el escalar, el falso disco y el festivum. En primer lugar se debe contar con parejas establecidas, las cuales generalmente se obtienen de un grupo grande de ejemplares, en el que dos individuos se han apartado del resto y han comenzado a defender un territorio. Cada pareja identificada se ubica en un acuario de aproximadamente 60 litros con aireación permanente y temperatura constante (27ºC), el cual debe poseer un sustrato de postura que en el caso de los escalares y festivum es un tubo de PVC y en el de los falsos discos una piedra plana en el fondo del acuario, lugar donde las hembras adherirán sus huevos. No obstante, tanto en escalares como en festivum no es raro observar desoves sobre la superficie del vidrio de los acuarios. Ya fue mencionado que aunque en todas las especies existe cuidado parental, en ocasiones es necesario trasladar los “nidos” a acuarios de incubación, debido a que pueden existir reproductores que ingieren sus huevos y/o larvas. c) Larvicultura y Alevinaje:

Las larvas recién eclosionadas dependen de su saco vitelino durante aproximadamente 3 a 4 días, al reabsorberlo, los nuevos individuos ya presentan abertura bocal y anal y han llenado su vejiga gaseosa; para entonces su nado es horizontal, y reciben alimentación exógena, por esta razón se debe tener un adecuado plan de fertilización en los estanques para garantizar cantidades importantes de plancton, que servirá de alimento a las larvas. Como fue mencionado, los padres ejercen cuidado parental, defendiendo su progenie del ataque de otros adultos; sin embargo las mayores pérdidas se dan por ataques de grupos de juveniles. Cuando el manejo es en acuario es indispensable el suministro de artemia y alimento artificial, como se describió en el ítem de alimentación de larvas. Los Juan viejo y acaras cuidan sus larvas y las protegen de cualquier intruso durante largos periodos, pudiendo pasar meses con sus crías sino son retiradas del estanque, razón que explica la necesidad ya comentada de retirar los nuevos ejemplares lo más rápido posible. Este comportamiento se repite en el óscar, pudiéndose observar a los padres guiando a las larvas a los sitios donde abunda el plancton y posteriormente protegiendo a los alevinos del acecho de los otros reproductores. En esta fase es obligatorio iniciar el suministro de alimento para acostumbrar a los alevines a su consumo, antes de ser trasladados a la fase de levante, durante la cual es importante conservar grupos homogéneos para evitar la predación interespecífica, debido a que los alevinos consumen ávidamente peces pequeños, razón por la cual algunos productores suministran gupys.

En el caso del Disco, El desarrollo embrionario de esta especie dura aproximadamente 60 horas a una temperatura promedio de 28°C. Al cabo de este tiempo, eclosionan las larvas sin desprenderse del nido gracias a la presencia de tres pares de glándulas en su cabeza que les permite mantenerse adheridas al sustrato hasta la reabsorción de su saco vitelino, proceso que tarda entre 3 y 5 días. Una vez reabsorbido el saco vitelino las larvas ya pueden nadar haciendo más difícil su cuidado por parte de los padres. En ese momento es cuando los nuevos individuos comienzan a “mordisquear” los costados de la hembra, alimentándose de la secreción mucosa que produce para este fin, cuya composición es básicamente proteica. Cuando dicha secreción es agotada, la hembra transfiere la prole al padre quien deberá cumplir la misma función. El proceso tarda aproximadamente 2 semanas, tiempo durante el cual ambos padres se encargan de alimentar las crías.

Después de 6 ó 7 días de iniciada la alimentación se presenta una disminución en la secreción de la sustancia nutritiva de los progenitores, por lo que se recomienda iniciar la alimentación complementaria con nauplios de Artemia salina para que las larvas comiencen a capturarlas y su crecimiento aumente. Pasados 12 a 15 días después de la eclosión, ya se pueden retirar los pequeños peces del lado de sus padres e iniciar la fase de alevinaje. También es posible realizar la eclosión y cría de las larvas sin la participación de los padres, en el caso de tener parejas que devoran sus desoves. La incubación artificial de los huevos tiene como ventaja aumentar la frecuencia de desoves por parte de la hembra pero al mismo tiempo se convierte en una tarea que requiere mucho cuidado y dedicación. Básicamente consiste en retirar del acuario de desove el nido con los huevos fertilizados y colocarlos en otro acuario con condiciones de calidad de agua iguales a las del acuario de origen. Pasados aproximadamente tres días después de la eclosión o cuando se observen las primeras larvas nadando se debe ofrecer una papilla a base de Espirulina, yema de huevo y corazón o hígado bovino, que reemplazará el mucus de los progenitores. d) Alevinaje:

Para iniciar la fase de alevinaje se debe contar con un acuario de aproximadamente 60 ó 70 litros, en el que se debe haber instalado un filtro de espuma que asegure la buena calidad del agua. Una vez los alevines son trasladados a dicho acuario, deben iniciar su adaptación al alimento comercial mediante la oferta alternada de artemia y alimento seco finamente molido con un tamaño de partícula apropiado al tamaño de su boca, la frecuencia de alimentación debe ser de 4 a 6 veces al día.

Al iniciar esta fase los alevinos tienen una forma elíptica y al cabo de 1 mes ya muestran forma redondeada, a partir de esta edad no será necesario suministrar artemia salina, con lo cual el desarrollo de los peces dependerá del alimento concentrado. A los 2 meses de edad es posible que tengan una talla aproximada de 2 a 3 cm y su coloración empezará a definirse sutilmente, dependiendo de su variedad. La talla comercial en los discos se alcanza aproximadamente a los 3 meses de edad, tiempo en el cual los peces logran una longitud media de 4 cm. Sin embargo, si se realiza el crecimiento en tanques, el tiempo puede disminuir considerablemente y la homogeneidad de los lotes de animales será mayor. No obstante, siempre se debe estar atento a los parámetros de calidad de agua y se debe suministrar permanentemente alimento de buena calidad. Dicho alimento suele contener 45% de proteína y 6,5% de grasa, siendo recomendable suministrarlo varias veces al día. Si se tiene la posibilidad de suplementar con alimento vivo, los resultados serán mucho mejores. e) Levante:

El levante de cíclidos puede darse tanto en acuarios, piletas, tanques o estanques; esto depende de la especie y de la talla que se quiera comercializar. Como es lógico, el crecimiento es más acelerado en estanques. Sin embargo, su manejo es más dispendioso y las pérdidas por predación son mayores. Cuando los animales han adquirido la talla comercial (aproximadamente 60 días), se trasladan a un lugar de acopio en donde estarán listos para ser comercializados. Es importante manejar una adecuada cuarentena antes del despacho; ésta debe ser mínimo de dos días, durante los cuales los animales deben permanecer en agua limpia y sin recibir alimento. Como medida profiláctica se puede adicionar sal marina. Con respecto al empaque se debe tener especial cuidado con ejemplares adultos de Oscar, pues pueden romper las bolsas

Tabla 4: Parámetros de cultivo Especies Temperatura °C pH Dureza (mg/L) Mesonauta festivus, Pterophyllum scalare, Heros severus, Satanoperca jurupari, 18,0 - 34,0 4,0 - 8,0 40 – 250 Astronotus ocellatus, Aequidens pulcher, Symphysodon aequifasciatus Fuente: Landines et al. 2007; Fishbase(FAO,2013).

7. Antecedentes Sanitarios.

Además de las enfermedades mencionadas en la tabla, los miembros de esta familia pueden sufrir enfermedades relacionadas a tumores de origen desconocido y deformaciones congénitas.

Tabla 5: Enfermedades Especie Bacteriana Viral Parasitaria Fúngicas Mesonauta festivus Infecciones infección por Ichthyobodo sp bacterianas (general) Enfermedad del agujero en la cabeza.

Pterophyllum scalare Enfermedad de Fin Infección viral oculta infección por Ichthyobodo sp Infección fúngica Rot, Enfermedad Enfermedad del agujero en la cabeza. externa (Saprolegnia Columnaris(Flexibacte Infección por nematodos (Capillaria sp.) r columnaris) sp.) Infección Chilodonella sp Tuberculosis Hexamitosis (Hexamita salmonis) (Mycobacterium Infección por Capillaria pterophylli fortuitum) Infección Infección por Costia necatrix por Pseudomonas sp. Infección por Dactylogyrus Exoftalmia Infecciones bacterianas (general) Infección por Pasteurella multocida

Heros severus Infecciones Enfermedad del agujero en la cabeza. bacterianas (general) Enfermedad de las manchas blancas (Ichthyophthirius )

Satanoperca jurupari Infecciones Enfermedad del agujero en la cabeza bacterianas (general) Infección por Trematodos.

Astronotus ocellatus Infecciones Infección por Dactylogyrus sp. bacterianas (general) Enfermedad de las manchas blancas (Ichthyophthirius ) infección por Ichthyobodo sp Infección por Procamallanus inopinatus Infección por Goezia spinulosa La infección por parásitos intestinales (general) Infección por nematodos (general)

Aequidens pulcher Infecciones Infección por Costia necatrix bacterianas (general) Enfermedad de las manchas blancas (Ichthyophthirius ) Infección por Chilodonella sp.

Symphysodon aequifasciatus Enfermedad Infección viral oculta Infección por Dactylogyrus sp. Columnaris(Flexibacte Enfermedad del agujero en la cabeza. r columnaris) Infección por Chilodonella sp. Tuberculosis Infección por Capillaria sp. Infección (Mycobacterium por nematodos (general) Infección fortuitum) Infecciones por Protopalina sp. Infección por bacterianas (general) Protoopalina symphysodontis. Infección por trematodos Infección por Tetrahymena sp.

Fuente: Fishbase(FAO,2013)

8. Antecedentes de Introducción en Otros Países.

Las especie Satanoperca jurupari no presenta registros en la base de datos de FAO (Fishbase) relacionada la introducción de especies.

Tabla 6: Introducción Mesonauta festivus Fecha / Periodo De A Establecido Ecol. efectos Desconocido Desconocido Filipinas Desconocido Fuente: Fishbase(FAO,2013)

Tabla 7: Introducción Pterophyllum scalare Fecha / Periodo De A Establecido Ecol. efectos Desconocido Desconocido Canadá Probablemente no establecido Desconocido Desconocido Desconocido Guayana Probablemente no establecido Desconocido Desconocido Desconocido Israel Probablemente no establecido Desconocido 1920 - 1929 Desconocido Filipinas Desconocido Desconocido 1964 Desconocido Estados Unidos Probablemente no establecido Desconocido 1968 Guayana Surinam Probablemente establecido Desconocido Fuente: Fishbase(FAO,2013)

Tabla 8: Introducción Heros severus Fecha / Periodo De A Establecido Ecol. efectos 1970 - 1979 Desconocido Filipinas Desconocido Desconocido 1960 - 1962 América Latina EE.UU. No establecido Desconocido Fuente: Fishbase(FAO,2013)

Tabla 9: Introducción Astronotus ocellatus Fecha / De A Establecido Ecol. efectos Periodo 1950-1974 Desconocido Puerto Rico Establecido Desconocido Desconocido Desconocido Singapur Establecido Desconocido Desconocido Desconocido Polonia Desconocido Desconocido Desconocido Desconocido Filipinas Desconocido Desconocido Desconocido Desconocido Italia No establecido Desconocido Desconocido Desconocido Guam Establecido Desconocido Desconocido | Desconocido Alemania Desconocido Desconocido Desconocido Desconocido Australia No establecido Desconocido 1960 - 1979 Brasil Brasil Establecido Algunos 1952 California, EE.UU. Hawai Establecido Desconocido 1952 América del Sur EE.UU. Establecido Desconocido 1971 Desconocido Ontario Desconocido Desconocido Hong Kong Côte d'Ivoire Probablemente no Desconocido 1976 establecido 1990 Tailandia China Desconocido Desconocido Fuente: Fishbase(FAO,2013)

Tabla 10: Introducción Aequidens pulcher Fecha / Periodo De A Establecido Ecol. efectos Desconocido West Indies Australia Probablemente establecido Desconocido Desconocido Desconocido Indonesia Establecido Desconocido Desconocido Desconocido EE.UU. No establecido Desconocido 1970 - 1979 Desconocido Filipinas Desconocido Desconocido Fuente: Fishbase(FAO,2013)

Tabla 11: Introducción Symphysodon aequifasciatus Fecha / Periodo De A Establecido Ecol. efectos 1950 - 1959 Desconocido Guayana Desconocido Desconocido 1970 - 1979 Desconocido Filipinas Desconocido Desconocido 1994 Desconocido Surinam Desconocido Desconocido Fuente: Fishbase(FAO,2013)

9. Antecedentes de Mercado y Comercialización.

Tabla 12: Principales países exportadores de peces ornamentales (2012) Ranking Nº País 2012 (USD millones) 1. Singapur 61,8 2. España 36,0 3. Japón 34,2 4. Malasia 22,5 5. Indonesia 21,0 6. Tailandia 19,3 7. República Checa 19,1 8. Países Bajos 17,8 9. Israel 14,1 10. EE UU 13,1 Fuente: http://www.legiscomex.com/

Tabla 13: Principales países importadores de peces ornamentales (2012) Ranking Nº País 2012 (USD millones) 1. EE UU 57,6 2. Reino Unido 26,9 3. Singapur 24,3 4. Alemania 21,7 5. Japón 19,4 6. Francia 16,6 7. Hong Kong 15,1 8. Países Bajos 12,9 9. Malasia 11,0 10. España 10,4 Fuente: http://www.legiscomex.com/

En tabla 14 se entregan precios de venta a publico actualizados a noviembre 2013, precios corresponden a tiendas online chilenas y españolas.

Tabla 14: Precios de venta al público en tiendas online para peces ornamentales de la Familia Cichlidae (Cíclidos Americanos) Especie Precio venta publico online Chile ($) España (euros$) Mesonauta festivus 4.900 5,75 Pterophyllum scalare 3.500 a 5.900 3,6 a 8,0 Heros severus S/I 4,45 a 6,5 Satanoperca jurupari S/I 11,8 Astronotus ocellatus 8.400 a 11.900 4,95 a 7,15 Aequidens pulcher S/I 3,4 Symphysodon aequifasciatus S/I 23 a 41 Fuente: CORDUNAP a partir de: http://www.zoomarket.c, http://www.virtualfish.cl, http://www.pezcenter.com. En donde: S/I = Sin información

10. Referencia Bibliográfica Consultada.

Decreto (DS) 730, Resolución 2633, 2013. Reglamento de internación de especies, Ministerio de Economía Fomento y Turismo. Valparaíso. 35 pp. En: http://www.subpesca.cl . Consultado en Octubre 8 de 2013. http://www.fishbase.org/Diseases/DiseasesList.php?ID=11140&StockCode=11464. Consultada 10 septiembre 2013. http://www.fishbase.org/Diseases/DiseasesList.php?ID=4717&StockCode=4938. Consultada 10 septiembre 2013. http://www.fishbase.org/Diseases/DiseasesList.php?ID=3617&StockCode=3813. Consultada 10 septiembre 2013. http://www.fishbase.org/Diseases/DiseasesList.php?ID=11168&StockCode=11493. Consultada 10 septiembre 2013. http://www.fishbase.org/Diseases/DiseasesList.php?ID=3612&StockCode=3808. Consultada 10 septiembre 2013. http://www.fishbase.org/Diseases/DiseasesList.php?ID=4727&StockCode=4951. Consultada 10 septiembre 2013. http://www.fishbase.org/Diseases/DiseasesList.php?ID=11185&StockCode=11510. Consultada 10 septiembre 2013. http://www.fishbase.org/Introductions/IntroductionsList.php?ID=11140&GenusName=Mesonauta &SpeciesName=festivus&fc=349&StockCode=11464. Consultada 10 septiembre 2013. http://www.fishbase.org/Introductions/IntroductionsList.php?ID=4717&GenusName=Pterophyllu m&SpeciesName=scalare&fc=349&StockCode=4938. Consultada 10 septiembre 2013. http://www.fishbase.org/Introductions/IntroductionsList.php?ID=3617&GenusName=Heros&Spec iesName=severus&fc=349&StockCode=3813. Consultada 10 septiembre 2013. http://www.fishbase.org/Introductions/IntroductionsList.php?ID=3612&GenusName=Astronotus &SpeciesName=ocellatus&fc=349&StockCode=3808. Consultada 10 septiembre 2013. http://www.fishbase.org/Introductions/IntroductionsList.php?ID=4727&GenusName=Aequidens& SpeciesName=pulcher&fc=349&StockCode=4951. Consultada 10 septiembre 2013. http://www.fishbase.org/Introductions/IntroductionsList.php?ID=11185&GenusName=Symphyso don&SpeciesName=aequifasciatus&fc=349&StockCode=11510. Consultada 10 septiembre 2013. http://www.legiscomex.com. Abril 2013. Estudio de mercado Peces ornamentales en Colombia, En http://www.legiscomex.com/BancoMedios/Documentos%20PDF/estudio%20peces%20ornamenta les%20completo3.pdf. Consultada el 18 noviembre 2013. http://www.pezcenter.com/a-1-171-0-0-0-0/GEOPHAGUS-JURUPARI-4-5-cm.htm. Consultada el 18 noviembre 2013. http://www.pezcenter.com/a-1-334-0-0-0-0/MESONAUTA-FESTIVA-4-5-cm.htm. Consultada el 18 noviembre 2013. http://www.pezcenter.com/a-1-515-0-0-0-0/AEQUIDENS-PULCHER-4---5-cm.htm. Consultada el 18 noviembre 2013. http://www.pezcenter.com/busqueda.php?texto=Astronotus+ocellatus. Consultada el 18 noviembre 2013. http://www.pezcenter.com/busqueda.php?texto=Heros+severus. Consultada el 18 noviembre 2013. http://www.pezcenter.com/busqueda.php?texto=+Pterophyllum+scalare. Consultada el 18 noviembre 2013. http://www.pezcenter.com/c-1-149-0-0/Discos-y-scalares.htm. Consultada el 18 noviembre 2013. http://www.virtualfish.cl/detalle.asp?id=451. Consultada el 18 noviembre 2013. http://www.virtualfish.cl/verTodos.asp?TipoProducto=Peces&Acuario=Dulce&Categoria=C%EDclid os. Consultada el 18 noviembre 2013. http://www.zoomarket.cl/product.php?id_product=869. Consultada el 18 noviembre 2013.

Landines, M., F. Urueña, J.C. Mora, L. Rodríguez, A. Sanabria, D. Herazo, J. Botero. 2007. Producción de Peces Ornamentales en Colombia. INCODE. Colombia, 240 pp. En: http://www.docentes.unal.edu.co/malandinezp/docs/Produccion%20de%20peces%20ornamental es%20en%20Colombia.pdf. Consultada el 7 octubre 2012

Familia: Cichlidae (Cíclidos Americanos enanos)

Taxonomía: Clase: Actinopterygii Orden: Perciformes Familia: Cichlidae

1. Descripción.

Cíclidos Enanos: Los cíclidos enanos tienen en común su tamaño, en comparación con los demás cíclidos, midiendo entre 3 y 8 cm; por lo general son peces tímidos y pacíficos, aunque casi siempre se comportan agresivos en la etapa reproductiva. Las especies pertenecientes a este grupo presentan cuerpo alto, oblongo o elongado, piel cubierta de escamas ásperas, con coloraciones variadas iridiscentes. La línea lateral es interrumpida generalmente con dos porciones, la anterior desde el opérculo hasta los radios de la aleta dorsal y la otra desde la base de la dorsal hasta el pedúnculo caudal. Poseen boca terminal protráctil con dientes cónicos en dos o más hileras localizados en las dos maxilas y un solo orificio nasal a cada lado; la aleta dorsal con la espinosa usualmente más larga que la zona de radios, aleta anal con tres o más espinas, aleta ventral con una espina y cinco radios, aleta anal nunca bifurcada. ( Landines et al. 2007).

Tabla 1: Descripción de especies Nombre Científico Nombre Común Descripción Pez alargado, comprimido lateralmente; los primeros cinco Cíclido enano de cola roja, radios de la aleta dorsal son más largos. Cuerpo de color macmasteri, plateado cubierto con escamas iridiscentes, presenta una línea Apistogramma macmasteri Apistogramma, red-tailed horizontal negra desde la boca pasando por el ojo hasta la base dwarf cichlid de la aleta caudal, la cual es de color rojo en su finalización.

Es uno de los cíclidos más coloridos, se caracteriza porque los machos presentan una prominente cresta que no es más que la Ciclido cacatúa, apisto prolongación de los cinco primeros radios de la aleta dorsal. Su cacatuoides, cacatuoides, Apistogramma cacatuoides cacatúa, Cockatoo cichlid, cuerpo es de color plateado cubierto con escamas iridiscentes, presenta líneas de color azul amorfas a nivel de la cara, Cockatoo dwarf cichlid, tonalidades azules en sus aletas anales y pectorales, color rojo Crested dwarf cichlid. intenso a nivel de la aleta dorsal y caudal.

Se caracteriza por poseer todos los radios de la aleta dorsal prolongados, lo que le da a esta una mayor altura; a diferencia de otras especies posee aletas pectorales alargadas y la aleta Apistogramma Inirida, caudal es bastante larga y lobulada. Su cuerpo es de color Inirida dwarf cichlid, plateado oscuro cubierto con escamas iridiscentes, presenta tres Apistogramma iniridae Umbrella cichlid, Dwarf líneas de color marrón claro longitudinales desde la boca hasta cichlid. el pedúnculo caudal. Posee bastantes líneas azules brillantes amorfas a nivel de la cara hasta la base de la aleta dorsal. La tonalidad de sus aletas pectorales es azul Este pez presenta cuerpo de color amarillo cubierto de manchas Ramirezi, Dwarf cichlid ram, de color azul metálico iridiscentes. Posee franjas verticales de Ramírez, Ram cichlid, Ram, color negro. Los ojos son rojos atravesados por una banda Mykrogeophagus ramirezi Butterfly cichlid, Dwarf negra. Presenta los tres primeros radios duros de la aleta dorsal cichlid. más largos y de color negro, con una prolongación en punta hacia la aleta caudal. Fuente: Landines et al. 2007.

2. Estado de importación de la Especie en Chile.

3. Ciclo Biológico y Biología reproductiva.

Los Cíclidos enanos: Son especies muy tranquilas y tímidas, pero poseen gran territorialidad durante la época reproductiva atacando a cualquier otro individuo que se acerque a su nido. Cuando dentro de los acuarios se presentan harenes es necesaria la colocación de una “cueva” para cada hembra, logrando de esta manera la reproducción, pues por lo general las hembras de estas especies son las que cuidan los nidos. Son animales que pueden convivir con otras especies en estanques y acuarios, siempre y cuando estas respeten su territorio. Al estar estresados por lo general pierden su color característico, siendo este un gran problema a la hora de la comercialización. Poseen cuidado parental hasta que las larvas alcanzan natación horizontal. Las crías se mantienen juntas (gregarios) hasta estadios juveniles.

4. Distribución Geográfica.

Los cíclidos enanos incluidos en este estudio corresponden solo a especies de América. En la tabla 2 se encuentran las zonas en que se distribuyen geográficamente cada una de las especies.

Tabla 2: distribución Geográfica Nombre Científico Distribución Geográfica Apistogramma macmasteri Guaviare, Meta, Arauca. Apistogramma cacatuoides Amazonas, Inírida Apistogramma iniridae Puerto Inírida Mykrogeophagus ramirezi Orinoco, Guaviare, Vichada, Meta, Vita. Fuente: Landines et al.2007

5. Ecología.

En la tabla que se muestra a continuación se entregan datos referentes a características ecológicas de los peces seleccionados en este ítem.

Tabla 3: Aspectos ecológicos peces Cíclidos Enanos Nombre Científico Ecología Apistogramma macmasteri La mayoría viven en lagos o en aguas de curso lento, a menudo en las regiones de aguas poco profundas cercanas a las orillas, donde las rocas y la vegetación les facilitan buenos refugios.

Apistogramma cacatuoides Similar al de Apistogramma macmasteri

Apistogramma iniridae Habita las desembocaduras de afluentes menores y zonas de rebalse, prefiere las aguas poco profundas con abundante vegetación, frecuenta las raíces de los árboles ribereños, rocas y palizadas.

Mykrogeophagus ramirezi Prefiere caños en sabana abierta, de una profundidad superior a los 150 cm dotados de abundante vegetación y poca corriente; sin embargo, se les encuentra también en zonas de rebalse y áreas inundadas como esteros y pantanos. Fuente: Landines et al.2007

6. Antecedentes de Tecnología de Cultivo.

De acuerdo a Landines et al., 2007 se describe a continuación la tecnología de cultivo para las 4 especies seleccionadas. a) Reproducción:

Selección de los reproductores.

Es indispensable tener animales de aproximadamente 4 cm de longitud. En la mayoría de las especies la madurez gonadal está se caracteriza por la intensificación del color en el cuerpo y aletas, característica más notoria en los machos, quienes suelen ser de tamaño superior al de las hembras y con aletas más vistosas y coloridas, mostrando generalmente los primeros radios de la dorsal muy prolongados. Este dimorfismo sexual marcado facilita las labores de selección de reproductores, siendo una de las principales ventajas con que se cuenta al trabajar con estas especies. Aunque el dimorfismo sexual es menos notorio en el ramirezi que en las especies del género Apistogramma, es fácil identificar las hembras de los machos, principalmente gracias al primer radio de la aleta dorsal, que en los machos es muy oscuro y bien desarrollado.

Para la selección de reproductores basta con dejar grupos de ejemplares en un mismo acuario y observar su comportamiento. Aquellos individuos que se aíslan y defienden un territorio serán seleccionados para ir a los acuarios de desove. Cabe anotar que es recomendable realizar periódicamente levante de futuros reproductores con el propósito de ir reemplazando el plantel, pues la longevidad de estos animales raramente supera los 2 años de vida.

Desove.

El ovario de todas las especies es asincrónico, lo cual garantiza su reproducción durante todo el año. Para el desove es necesario un sustrato, en donde las hembras puedan adherir sus huevos. Generalmente se colocan tubos de PVC para ofrecer refugio a las hembras o piedras planas, para facilitar el desove en sustrato horizontal. Una diferencia de manejo entre los apistogramas y el ramirezi es que en los primeros puede existir un “harem” en el cual un solo macho fertilizará los productos sexuales de varias hembras, situación que no se presenta en el ramirezi, pues se debe colocar una sola pareja en el acuario. Está situación puede ser explicada por el hábito reproductivo de los apistogramas, en los cuales generalmente luego del desove, el macho es expulsado y el cuidado parental corresponde a la hembra, mientras que en el ramirezi dicho cuidado suele ser tarea de ambos ejemplares. De cualquier manera la reproducción de los apistogramas utilizando parejas y no grupos también suele ser exitosa. Para inducir la postura, lo más recomendable es hacer un cambio brusco en la calidad del agua de los acuarios, acompañado de una restricción en el alimento. Un procedimiento sencillo es tener agua limpia en un acuario y cuando se desee inducir el desove basta con sacar los ejemplares del acuario que ocupan y trasladarlos inmediatamente al acuario con agua limpia. Este súbito choque en la calidad del agua desencadena generalmente el desove. Es importante señalar que todos los cíclidos enanos prefieren las aguas blandas y con pH ligeramente ácido, razón por la cual se debe tener especial cuidado con estos parámetros en los acuarios de reproducción.

La cantidad de huevos por hembra oscila entre 35 y 150. Por lo general de cada desove se obtienen entre 50 y 70 crías viables. Aunque se presenta cuidado parental, en ocasiones los padres consumen los huevos, por lo general cuando están demasiado expuestos a intrusos, por tal razón se recomienda retirar a los reproductores e incubar los huevos a una temperatura promedio de 26ºC, con aireación constante durante aproximadamente 2 a 3 días, tiempo en el cual las larvas eclosionan. Si se decide dejar el desove al cuidado de los padres (ramirezi) o de la hembra (apistogramas), es importante que se retiren los padres una vez las larvas presenten natación horizontal, momento en el cual se debe cambiar el filtro de esquina por piedras difusoras con el fin de evitar la pérdida de larvas por succión, o simplemente trasladar las larvas para otro acuario.

Manejo Reproductivo.

El manejo se puede llevar a cabo de dos diferentes maneras: en estanques o en acuarios:

• Estanques: Para este tipo de peces lo ideal son estanques pequeños (aproximadamente 50 m2) con una profundidad de 60 - 80 cm, donde son colocados de 1 a 3 individuos/ m2 . Este tipo de estanques permite un mejor manejo ya que las labores de pesca se reducen por el fácil acceso, además de minimizar el estrés al que son sometidos en el momento de la cosecha. Para lograr un desempeño reproductivo adecuado es necesario colocar en el fondo del estanque trozos de tubo PVC y piedras planas para que sirvan como sustratos para los huevos; además se hace necesario mantener buena cantidad de plantas acuáticas para que sean utilizadas como refugio de los jóvenes. La utilización de estanques se recomienda más para la producción de apistogramas que para el ramirezi, quien prefiere el sistema de acuario que se describirá más adelante. Dentro de las ventajas del uso de los estanques se pueden mencionar el fácil manejo y la alta disponibilidad de alimento vivo producido de manera natural, lo cual suple las necesidades de los animales en sus primeros estadios de vida. No obstante, aunque se evita el uso de alimento vivo producido artificialmente, la sobrevivencia de larvas no es tan alta como en el sistema de acuarios, aunque el crecimiento es mucho mejor. Una posible causa de la baja sobrevivencia puede ser la presencia de predadores, dentro de los que se destacan las larvas de odonata (libélula), razón por la cual dentro del manejo de los estanques es importante tener control permanente contra este predador. Como fue mencionado, los reproductores se ubican en los estanques de tierra a una densidad de 1 a 3 individuos/m2, garantizando que haya nidos y refugios suficientes. Transcurridas 3 a 4 semanas se espera que tengan abundante producción de alevinos, procediendo para entonces a efectuar la cosecha, la cual se realiza utilizando un chinchorro fino con una abertura de malla inferior a 0,5 cm. Los alevines obtenidos son seleccionados por tamaño y aquellos que han alcanzado la talla de venta son trasladados a acuarios o piletas para ser comercializados. Los individuos de inferior tamaño se trasladarán a estanques o piletas de crecimiento para que completen su ciclo y estén listos para su comercialización. Cabe anotar que el crecimiento de estos animales es lento, necesitándose la mayoría de las veces realizar este último procedimiento para alcanzar la talla deseada, la cual se obtiene por lo general 30 días después de la cosecha.

• Acuarios: En primera instancia se debe contar con acuarios comunitarios de aproximadamente 100 litros para establecimiento de parejas. En dichos acuarios se utiliza una densidad de un individuo por cada 10 litros. Posteriormente se debe tener un número suficiente de acuarios de reproducción, los cuales son de aproximadamente 30 litros para cada pareja y deben contar con aireación y temperatura constantes (± 27ºC). Para las larvas se requieren acuarios de entre 50 y 70 litros los cuales necesitan de aireadores, piedras difusoras y calentadores. Adicionalmente se necesitan insumos como alimento balanceado, sal marina, nasas, tubería de PVC, plantas artificiales, artemia, entre otros. b) Larvicultura y Alevinaje:

Después de la eclosión las larvas dependen de su saco vitelino por 3 a 4 días, tiempo en el cual completan la abertura de la boca y el ano, facultándolas para recibir alimentación exógena. Así mismo han desarrollado sus aletas y llenado su vejiga gaseosa, posibilitándoles la natación horizontal. En ese momento se debe iniciar el suministro de nauplios de artemia salina, tal y como se explicó anteriormente. Posteriormente se suministra alimento concentrado (45% de proteína) y se espera que los ejemplares alcancen la talla de venta (2 - 2,5 cm), evento que tendrá lugar en aproximadamente 30 a 45 días. c) Levante:

El levante y/o acopio de animales puede darse tanto en acuarios, piletas o estanques. Lo importante es proveer a los peces condiciones de tranquilidad y confort que minimicen el estrés y garantizar un adecuado suministro de alimento.

Tabla 4: Parámetros de cultivo Especies Temperatura °C pH Dureza (mg/L) Apistogramma macmasteri, Apistogramma cacatuoides, 23,0 - 31,0 5,0 - 8,0 20 - 190 Apistogramma iniridae, Mykrogeophagus ramirezi Fuente: Landines et al. 2007; Fishbase(FAO,2013).

7. Antecedentes Sanitarios.

Apistogramma iniridae no registra enfermedades en la base de datos de FAO (Fishbase), así como ninguna de las especies seleccionadas presenta información de enfermedades fúngicas.

Tabla 5: Enfermedades Especie Bacteriana Viral Parasitaria Infecciones bacterianas (general) Tuberculosis Infección por Acanthocephalus Apistogramma (Mycobacterium sp. Infección por Tetrahymena macmasteri fortuitum) Ascitis sp. Infecciosas (Aeromonas hydrophila) infección por Ichthyobodo sp Enfermedad del agujero en la cabeza. Enfermedad de las Apistogramma Infecciones bacterianas manchas blancas cacatuoides (general) (Ichthyophthirius ) Costiasis (Costia necatrix ) Infección por Chilodonella sp. Apistogramma iniridae No registra Infecciones bacterianas Enfermedad del agujero en la (general) Tuberculosis Enfermedad de la cabeza Infección por Apiosoma Mykrogeophagus ramirezi (Mycobacterium coliflor (Linfocistis sp.) sp. Infección por Epistylis sp. fortuitum) Exoftalmia Infección por Myxobolus sp. Fuente: Fishbase(FAO,2013).

8. Antecedentes de Introducción en Otros Países.

Apistogramma macmasteri, Apistogramma cacatuoides, Apistogramma iniridae, no presentan registro de introducción en otros países.

Tabla 6: Introducción Mikrogeophagus ramirezi Fecha / Periodo De A Establecido Ecol. efectos 1976 Desconocido Filipinas desconocido Fuente: Fishbase (FAO,2013).

9. Antecedentes de Mercado y Comercialización.

Tabla 7: Principales países exportadores de peces ornamentales (2012) Ranking Nº País 2012 (USD millones) 1. Singapur 61,8 2. España 36,0 3. Japón 34,2 4. Malasia 22,5 5. Indonesia 21,0 6. Tailandia 19,3 7. República Checa 19,1 8. Países Bajos 17,8 9. Israel 14,1 10. EE UU 13,1 Fuente: http://www.legiscomex.com/

Tabla 8: Principales países importadores de peces ornamentales (2012) Ranking Nº País 2012 (USD millones) 1. EE UU 57,6 2. Reino Unido 26,9 3. Singapur 24,3 4. Alemania 21,7 5. Japón 19,4 6. Francia 16,6 7. Hong Kong 15,1 8. Países Bajos 12,9 9. Malasia 11,0 10. España 10,4 Fuente: http://www.legiscomex.com/

En tabla 9 se entregan precios de venta a publico de tiendas online chilenas y españolas. Estos precios están actualizados a diciembre 2013.

Tabla 9: Precios de venta al público en tiendas online para peces ornamentales de la Familia Cichlidae (Cíclidos Americanos enanos)

Especie Precio venta publico Chile ($) España (euros$) Apistogramma macmasteri S/I 11,35 Apistogramma cacatuoides S/I 6,45 a 6,75 Apistogramma iniridae S/I S/I Mykrogeophagus ramirezi 8.900 6,78 Fuente: Elaboración propia a partir de: http://www.aquamania.cl, http://www.pezcenter.com. En donde: S/I = Sin información

10. Referencia Bibliográfica Consultada.

Decreto (DS) 730, Resolución 2633, 2013. Reglamento de internación de especies, Ministerio de Economía Fomento y Turismo. Valparaíso. 35 pp. En: http://www.subpesca.cl . Consultado en Octubre 8 de 2013. http://www.aquamania.cl/peces/76-ramirezi.html. Consultada el 18 noviembre 2013. http://www.aquariavirtual.com/index.php?page=shop.product_details&flypage=flypage_images.t pl&product_id=1798&category_id=397&option=com_virtuemart&Itemid=33&vmcchk=1&Itemid= 33. Consultada el 18 noviembre 2013. http://www.fishbase.org/Diseases/DiseasesList.php?ID=46660&StockCode=39305. Consultada 10 septiembre 2013. http://www.fishbase.org/Diseases/DiseasesList.php?ID=12282&StockCode=12608. Consultada 10 septiembre 2013. http://www.fishbase.org/Diseases/DiseasesList.php?ID=12305&StockCode=12631. Consultada 10 septiembre 2013. http://www.fishbase.org/Introductions/IntroductionsList.php?ID=12305&GenusName=Mikrogeop hagus&SpeciesName=ramirezi&fc=349&StockCode=12631. Consultada 10 septiembre 2013. http://www.legiscomex.com. Abril 2013. Estudio de mercado Peces ornamentales en Colombia, En http://www.legiscomex.com/BancoMedios/Documentos%20PDF/estudio%20peces%20ornamenta les%20completo3.pdf. Consultada el 18 noviembre 2013. http://www.pezcenter.com/busqueda.php?texto=Apistogramma+cacatuoides. Consultada el 18 noviembre 2013. http://www.pezcenter.com/busqueda.php?texto=Apistogramma+macmasteri. Consultada el 18 noviembre 2013.

Landines, M., F. Urueña, J.C. Mora, L. Rodríguez, A. Sanabria, D. Herazo, J. Botero. 2007. Producción de Peces Ornamentales en Colombia. INCODE. Colombia, 240 pp. En: http://www.docentes.unal.edu.co/malandinezp/docs/Produccion%20de%20peces%20ornamental es%20en%20Colombia.pdf. Consultada el 7 octubre 2012

Familia: Cyprinidae

Taxonomía: Clase: Actinopterygii Orden: Cypriniformes Familia: Cyprinidae

1. Descripción.

Esta familia está compuesta por 12 Subfamilias, 210 Géneros y 2010 especies, constituyéndose en una de las más numerosas entre los peces de aguas dulces (con varias especies que habitan aguas salobres). Entre esas 2010 especies se encuentran algunas de las más difundidas por su interés en acuarios ornamentales, tales como Puntius y Capoeta (comercializados como "Barbus"), Epalzeorhynchus (Labeo), Rasbora, Danios y Brachidanios, Carassius, Cyprinus (Carpas) entre otros (http://atlas.elacuarista.com).

Tabla 1: Descripción de especies Nombre Científico Nombre Común Descripción Cyprinus carpio Carpa Koi Cuerpo alargado y algo comprimido. Labios gruesos. Dos pares de barbillas en el ángulo de la boca, las más cortas sobre el labio superior. Base de la aleta dorsal larga con 17-22 rayos ramificados y una espina dorsal fuerte y dentada en el frente; contorno de la aleta dorsal cóncavo anteriormente. Aleta anal con 6-7 rayos blandos; borde posterior de la 3ª espina de las aletas dorsal y anal con espínulas filudas. Línea lateral con 32 a 38 escamas. Dientes faríngeos 5:5, dientes con coronas aplanadas. Color variable, las carpas silvestres son de color parduzco verdoso sobre el dorso y parte superior de los costados, con tonalidad amarillo dorada ventralmente. Las aletas son oscuras, ventralmente con un matiz rojizo.

Carassius auratus Goldfish, bailarina, pez El pez dorado o carpa dorada (goldfish) fue descrito por primera vez dorado, pez rojo, carpa por Linneo en 1758, quien le dio el nombre de Carassius auratus. dorada Esta especie pertenece a la familia Cypriniidae, la cual reúne cerca de 1600 especies, pero sólo C. auratus ocupa el primer lugar en el mercado de los peces ornamentales. Son peces relativamente pequeños que alcanzan una longitud estándar entre los 13 y 15 cm. Son originarios de Asia, aunque durante muchos años han sido introducidos a numerosos países para su cultivo. Se caracterizan por tener el cuerpo totalmente cubierto de escamas; las dos primeras vértebras se encuentran modificadas y junto con la vejiga natatoria las utilizan para la transmisión del sonido. Su boca no posee dientes. Los goldfish son las mascotas más producidas comercialmente en el mundo y por su extremada plasticidad genética han derivado en una amplia variedad de formas corporales, de cabeza, ojos, aletas y colorido, siendo los chinos los productores de las variedades albinas blancas (ciegas) y blancas con aletas rojas. Los japoneses desarrollaron las variedades telescopio con cola bilobulada o trilobulada, los cola de velo, los moteados o calicos, entre otros. Fuente: FAO; Landines et al., 2007).

2. Estado de Importación de la Especie en Chile.

3. Ciclo Biológico y Biología Reproductiva.

Carpa Koi:

La reproducción tiene lugar para fines de primavera (entre abril y Junio). El agua no debe tener temperatura menor a 18°C. Una hembra desova aproximadamente 300.000 huevos. 3 ó 4 machos cortejan a 1 sola hembra en un juego nupcial ruidoso con saltos y veloces carreras. Desarrollándose esta actividad y el desove en los tramos altos de los ríos entre vegetación semisumergida de las orillas, en donde se produce la fecundación externa. En la etapa embrionaria se alimentan de las sustancias que le suministran los huevos, después de 3 días de la fecundación se produce la eclosión, naciendo alevines de unos 0,5 cms, los que se alimentan de algas y zooplancton, teniendo predilección por rotíferos. De los miles de huevos fecundados solo muy pocos completan su desarrollo. Las hembras de esta especie alcanzan la madurez sexual a los 3 años de edad, mientras que el macho es más precoz, llegando a la madurez sexual un año antes (http://www.paginasprodigy.com).

Goldfish:

En esta especie la fertilización y desarrollo embrionario son externos. Los huevos son adhesivos y se fijan fuertemente a material vegetal. En ningún caso se presenta cuidado parental. Generalmente hay una “danza” de cortejo, durante la cual los machos van fertilizando el desove. Los desoves se producen regularmente en horas de la madrugada (Landines et al., 2007).

4. Distribución Geográfica.

Tabla 2: Distribución Geográfica Nombre Científico Distribución Geográfica Cyprinus carpio Asia y Europa: en las cuencas del mar Negro, Caspio y Aral. Poblaciones naturales sólo están presentes en los ríos que desembocan en el Mar Negro, Caspio y Aral. Una población reofilica salvaje en el Danubio se supone que es el origen de las especies europeas.

Carassius auratus Es una especie originaria del Asia Central y Este de Europa, que se ha extendido de forma natural con éxito o por introducción antropogénica en países de todo el mundo. Fuente: Fishbase(FAO,2013); Landines et al., 2007

5. Ecología .

Tabla 3: Aspectos ecológicos peces Familia Cyprinidae Nombre Científico Ecología Cyprinus carpio La carpa común silvestre vive en las corrientes medias y bajas de los ríos, en áreas inundadas y en aguas confinadas poco profundas, tales como lagos, recovecos lacunares y embalses de agua. Las carpas son principalmente habitantes del fondo, pero buscan alimento en las capas media y superior del cuerpo de agua. Los típicos 'estanques de carpas' en Europa son pozas poco profundas, eutróficas con un fondo fangoso y vegetación acuática densa en los diques. El espectro ecológico de la carpa es amplio. así como súper saturación. Las carpas son omnívoras, con una gran tendencia hacia el consumo de alimento animal, tal como insectos acuáticos, larvas de insectos, gusanos, moluscos y zooplancton. El consumo de zooplancton es dominante en estanques de peces donde la densidad de siembra es alta. Adicionalmente, la carpa consume los tallos, hojas y semillas de plantas acuáticas y terrestres, plantas acuáticas en descomposición.

Carassius auratus Su ancestro primitivo (Carassius carassius) se encuentra distribuido en ríos de cauce medio del este de China, que pueden poseer corriente leve a moderada. Este ambiente varía mucho térmicamente de acuerdo con la estación climática predominante, por esto la relativa resistencia de la especie a cambios de temperatura. Esta especie posee hábitos alimenticios omnívoros y en cautiverio acepta el alimento Balanceado con facilidad y lo consume con bastante avidez. Sin embargo, la administración de alimento vivo es una buena estrategia para mejorar los parámetros productivos Fuente: Fishbase(FAO,2013); Landines et al., 2007.

6. Antecedentes de Tecnología de Cultivo.

De acuerdo a Landines et al. 2007 se describirá a continuación la tecnología de cultivo para el especie carassius auratus, considerando 3 etapas para el cultivo. a) Reproducción:

La reproducción de esta especie funciona adecuadamente en tanques, pequeñas piletas o incluso en jaulas flotantes, contenedores en los cuales se facilita el manejo controlado de grupos para fines de mejora genética. Se debe introducir una planta flotante de raíz filamentosa en la parte superior del contenedor (buchón, lechuga de agua), o sencillamente material sintético (nylon) que servirá de sustrato de postura. Dicho sustrato se debe colocar dentro de un círculo de manguera o tubo de PVC flotantes, lo cual facilitará su extracción. Diariamente, en horas de la mañana, se revisan las raíces de las plantas o el sustrato artificial para observar la presencia de huevos y en caso de tenerlos se retiran para ser llevados a los recipientes de eclosión, donde tendrá lugar el desarrollo embrionario y eclosión de las larvas, en un proceso cuya duración varía dependiendo de la temperatura del agua, siendo en promedio de 3 días. b) Larvicultura y Alevinaje:

Una vez eclosionadas las pequeñas larvas, se debe esperar a que reabsorban su saco vitelino para poder suministrarles su primer alimento, tal como se mencionó anteriormente. Posteriormente deben ser sembradas en estanques previamente fertilizados, en los que se garantice la presencia de plancton, principalmente cladóceros (pulgas de agua). La fertilización y control de predadores debe realizarse como máximo cada diez días. Transcurridas 3 a 4 semanas con alimentación permanente, los alevinos pueden ser cosechados y trasladados a estanques de levante, donde obtienen la talla comercial. No obstante, en ocasiones dicha talla puede ser alcanzada en los estanques de alevinaje, siendo innecesario dicho traslado. Sin embargo, al llevarlo a cabo se tiene mejor control del lote, se eliminan individuos indeseables y se realizan ajustes en la densidad de levante, lo cual garantizará que el tamaño comercial se alcance en menor tiempo. c) Engorda:

Se puede realizar en diferentes contenedores, es recomendable que se realice en estanques en tierra, pues se garantizan mayor tasa de crecimiento, estado sanitario y mejor colorido. En dichos estanques se debe suministrar alimento permanentemente y tener protección contra los predadores, que durante esta fase son principalmente las aves, siendo obligatoria la utilización de mallas anti pájaro. El acopio se puede llevar a cabo en diversas estructuras, siendo utilizados tanto tanques como acuarios, los cuales deben tener aireación o recambio de agua constantes, pues los goldfish suelen acopiarse a altas densidades. El transporte se realiza en bolsas plásticas en las que se pueden empacar entre 75 a 100 individuos pequeños, 35 a 50 medianos y 15 a 20 grandes.

El efecto del cultivo extensivo de carpa sobre el ambiente es insignificante o incluso positivo, dado que la carpa ayuda a mantener condiciones aeróbicas del fondo. El efecto ambiental del policultivo semi intensivo de carpa depende de la intensidad de producción y de la calidad del agua de los recipientes. La acumulación de lodo y material orgánico puede ser muy alta en los sistemas integrados. Sin embargo, el uso rotacional de la tierra para la producción de peces-con-patos y alfalfa y arroz es el medio ambientalmente más amigable para realizar acuicultura y agricultura integradas. El efecto de los sistemas de acuicultura intensiva (industrial) sobre el ambiente depende de la eficiencia del manejo de los desechos. El método de producción de semilla más efectivo y confiable, es la producción de semilla en base a incubadora. Los reproductores son mantenidos en agua saturada con oxígeno, dentro del intervalo de temperatura de 20-24 °C. Se les dan dos dosis de inyección de glándula pituitaria, o una mezcla de GnRH/dopamina antagonista, para inducir la ovulación y la espermatogénesis. Los huevos son fertilizados (aplicando el 'método seco') y la adhesividad se elimina de los huevos usando un tratamiento de sal/urea, seguido por un baño ácido de tanino (el 'método Woynarovich'). Aproximadamente se obtienen unos 300.000 a 800.000 pececillos recién eclosionados pueden esperarse de una sola hembra. Estanques poco profundos, libres de malezas acuáticas, drenables de 0,5 a 1,0 ha son los más apropiados para la crianza de carpa. La densidad de siembra es 100-400 alevines/m². Los estanques deben ser inoculados con microcrustáceos, Moina o Daphnia después de la siembra. Alimentos suplementarios, tales como harina de soya, harinas de cereales, harina de carne o mezclas de estos materiales, deben ser aplicados. La longitud del período de crianza es tres a cuatro semanas.

El peso final de los peces es 0,2-0,5 g. La tasa de sobrevivencia es 40-70 por ciento. La producción de alevines de carpa normalmente tiene lugar en estanques semi-intensivos y se basa en alimento natural generado con estiércol/fertilizante y alimentación suplementaria. La siembra de pececillos ya criados es la manera más efectiva para producir alevines de tamaño mediano y grande. Dependiendo del tamaño final requerido de los alevines, 50 000-200 000 pececillos/ha pueden ser sembrados en zonas temperadas, preferentemente en sistemas de policultivo donde la proporción de carpa común es 20-50 por ciento. El peso final de la carpa es 30-100 g. Se necesita la aplicación frecuente de estiércol para mantener la población de plancton. La alimentación se basa principalmente en subproductos agrícolas en áreas subtropicales y en cereales y/o pellets en zonas temperadas.(http://www.fao.org) El establecimiento de asociaciones de criadores de carpa que mantienen y reproducen linajes o cepas puras de carpa común por criadores certificados en hatcheries con licencia; controles de calidad frecuentes basados en exámenes estandarizados de progenie; y apoyo a las granjas en la siembra de linajes puros, ayuda a mantener la población de carpa de diversas áreas, incluyendo las poblaciones de carpa del tipo silvestre de las aguas naturales; este sistema fue elaborado y aplicado por la Asociación Húngara de Productores de Peces (http://www.fao.org/fishery/species/2957/en]).

Tabla 4: Parámetros de cultivo Especies Temperatura °C pH Dureza (mg/L) Carassius auratus 2,0 - 25,0 6,5 - 7,5 40 - 150 Cyprinus carpio Fuente: Landines et al., 2007; Web Alquimista de Acuarios, Web Portal Pez, Fishbase (FAO,2013).

7. Antecedentes Sanitarios.

En la tabla siguiente se dan a conocer las enfermedades de tipo bacteriana, virales, parasitarias y fúngicas que afectan a Cyprinus carpio, y Carassius auratus.

Tabla 5: Enfermedades Especie Bacteriana Viral Parasitaria Fúngicas Infección por Capillaria patzcuarensis Infección por Tomentosa Pseudocapillaria Enfermedad del terciopelo (Piscinoodinium sp.) Infección por Spironucleus sp. Infección por Enfermedad de Fin Chilodonella sp. Infección Rot (Aeromonas sp.) por Pallisentis sp. Infección Enfermedad de la por Dactylogyrus sp. mancha roja Lerneaosis (Lernaea (Pseudomonas cyprinacea ) Infección por fluorescens ) Piscicola geometra Columnaris Viremia primaveral Infección por Argulus sp. (Flexibacter de la carpa Coccidiosis ( Eimeria columnaris) (Rhabdovirus carpio) carpelli ) Enfermedad Boil Aeromonosis ( linfocistis Herpes (Myxobolus pfeifferi ) Aeromonas Virus del Koi (Herpes Costiasis (Costia necatrix ) Enfermedad del moho del hydrophila ) Ascitis virus cyprini ) Viruela Infección por Dactylogyrus agua (Saprolegnia sp.) Cyprinus carpio Infecciosas ( (Herpesvirus ) sp. Trichodinosis Infección por Aeromonas Iridovirus de la carpa (Trichodina sp.) Branchiomyces sanguinis hydrophila ) Infección Reovirus Gyrodactilus sp. Infecciones de la carpa Infección Enfermedad de las bacterianas (general) coronavirus de la manchas blancas Enfermedades carpa (Ichthyophthirius ) Infección entéricas boca roja por Chilodonella cyprini (Yersinia ruckeri ) Infección por Diplostomum Edwardsiellosis spathaceum Infección por (Edwardsiella tarda) Trichodina heterodentata, Epitheliocystis Trichodina nigra, Trichodina (Chlamydia sp.) nobilis, Trichodina acuta, Trichodina mutabilis Infección por Trichodinella sp., I Trichodinella epizootica, Trichodinella carpi Infección por Myxobolus koi , Myxobolus Pavlovskii, Myxobolus Artus Thelohanellus nikolskii

arassius auratus Enfermedad de Fin Viremia Enfermedad de las Enfermedad del moho del Rot (Aeromonas primaveral de manchas blancas agua (Saprolegnia sp.) sp.) Columnaris la carpa (Ichthyophthirius ) Infección micótica secundaria (Flexibacter (Rhabdovirus Lerneaosis (Lernaea columnaris) carpio) cyprinacea ) Aeromonosis ( Septicemia Coccidiosis ( Eimeria Aeromonas Hemorrágica carpelli ) Infección por hydrophila ) Ascitis Viral Goldfish Dactylogyrus sp. Infecciosas ( Herpesvirus Trichodinosis Aeromonas Goldfish (Trichodina sp.) hydrophila ) Iridovirus Infección por Infecciones Gyrodactilus sp. bacterianas Infección por (general) Trichodinella Enfermedades epizootica Infección entéricas boca roja por Myxobolus (Yersinia ruckeri ) Pavlovskii Infección Tuberculosis por Chilodonella sp. (Mycobacterium Infección por fortuitum ) Myxobolus sp . Infección micótica Falsa ( Apiosoma sp .) Infección por Cryptobia sp. Infección por Ichthyobodo sp. Infección por Trichodina reticulata

Fuente: Fishbase(FAO,2013)

8. Antecedentes de Introducción en otros países.

De acuerdo a los antecedentes presentes en la base de datos de FAO (Fishbase), se entregan la información registrada para la introducciones de Cyprinus carpio y Carasiuss auratus en diferentes países del orbe.

Tabla 6: Introducción Cyprinus carpio (Fuente : Fishbase(FAO,2013)) Fecha / De A Establecido Ecol. efectos Periodo 1900-1924 Desconocido Hawai Establecido Desconocido 1900-1924 Israel Tailandia Establecido Desconocido 1925-1949 Japón Taiwan Establecido Desconocido 1950-1974 Desconocido Bielorrusia Establecido Desconocido Siglo 19 China Indonesia Establecido Desconocido Pre siglo 18 Desconocido Albania Establecido Desconocido Pre siglo 18 Alemania Países Bajos Establecido Desconocido Pre siglo 18 Desconocido Noruega Establecido Desconocido Pre siglo 18 Desconocido España Establecido Desconocido Pre siglo 18 Desconocido Suecia Establecido Desconocido Pre siglo 18 Desconocido Suiza Establecido Probablemente algunos Pre siglo 18 Desconocido Portugal Establecido Desconocido Pre siglo 18 Europa Oriental Bélgica establecido algunos Pre siglo 18 Desconocido Malta establecido Desconocido Pre siglo 18 Europa central Francia establecido Desconocido Pre siglo 18 Desconocido Alemania establecido Desconocido Pre siglo 18 Desconocido Grecia establecido Desconocido Pre siglo 18 Inglaterra Irlanda Establecido Desconocido Pre siglo 18 Desconocido Dinamarca Establecido Desconocido Pre siglo 18 Desconocido Italia Establecido Desconocido Pre siglo 18 Desconocido Liechtenstein Establecido Desconocido Pre siglo 18 Desconocido Luxemburgo Establecido Desconocido Desconocido Israel Haití Probablemente no establecido Desconocido Desconocido Desconocido Hong Kong Desconocido Desconocido Desconocido Desconocido Jamaica Desconocido Desconocido Desconocido Desconocido Kirguistán Desconocido Desconocido Desconocido desconocido Líbano Establecido Desconocido Desconocido Desconocido Lesoto Desconocido Desconocido Desconocido Desconocido Guam establecido Desconocido Desconocido desconocido Polinesia francés Desconocido Desconocido Desconocido Desconocido Polinesia francés Desconocido Desconocido Desconocido Desconocido Letonia Desconocido Desconocido Desconocido Desconocido Bosnia Herzegovina Establecido Desconocido Desconocido desconocido Botswana Probablemente establecido Desconocido Desconocido Desconocido Brunéi Probablemente establecido Desconocido Desconocido Desconocido Quebec establecido Desconocido Desconocido Desconocido Croacia Probablemente establecido Desconocido Desconocido Desconocido Checoslovaquia Establecido Desconocido Desconocido Desconocido Ecuador Probablemente no establecido Desconocido Desconocido Desconocido Lituania Desconocido Desconocido Desconocido Sudáfrica Mozambique Desconocido Desconocido Desconocido Desconocido Arabia Saudita Desconocido Desconocido Desconocido Desconocido Togo Desconocido Desconocido Desconocido China Singapur Establecido probablemente algunos Desconocido Desconocido Eslovenia Probablemente establecido Desconocido Desconocido Desconocido Kuwait establecido Desconocido Desconocido Sudáfrica Swazilandia Desconocido Desconocido Desconocido Desconocido Turquía Probablemente establecido Desconocido Desconocido Desconocido Siria Establecido Desconocido Desconocido Desconocido Tanzania Desconocido Desconocido Desconocido Desconocido Tayikistán Desconocido Desconocido Desconocido Desconocido Reunión Desconocido Desconocido Desconocido Sudáfrica Namibia Establecido Desconocido Desconocido Desconocido Nueva Caledonia Desconocido Desconocido Desconocido Desconocido Paraguay Desconocido Desconocido Desconocido Desconocido Timor del Este Establecido Desconocido Desconocido Desconocido Azores es Establecido Algunos 1931 – 1934 Yugoslavia Río Jordán Establecido Desconocido 1927 – 1928 Yugoslavia Israel Establecido Desconocido 1953 – 1954 Indonesia Myanmar Establecido Desconocido 1970 – 1979 China Afganistán Establecido Desconocido 1968 – 1969 Rumania Irán Establecido Algunos 1970 – 1979 Hungría Nepal Establecido Desconocido 1968 – 1969 China Irán Establecido Algunos 1980 – 1989 Ruanda Burundi Desconocido Desconocido 1864 – 1911 Reino Unido Nueva Zelandia Establecido Algunos 1872 – 1873 Asia México Establecido Algunos 1801 – 1899 Brasil Argentina Establecido Algunos 1800 – 1899 China Malasia Establecido Algunos 1872 – 1873 Francia México Establecido Algunos 1300 – 1399 Desconocido Rumania Establecido Probablemente algunos 1200 – 1300 Desconocido Polonia Establecido Probablemente algunos 1300 – 1496 Europa Reino Unido Establecido Probablemente algunos 1831 Francia Canadá Establecido Probablemente algunos 1831 Alemania EE.UU. Establecido Probablemente algunos 1850 Argentina Uruguay Establecido Probablemente algunos 1850 Brasil Uruguay Establecido Probablemente algunos 1859 Alemania Sudáfrica Establecido Algunos 1861 Alemania Finlandia Probablemente establecido Probablemente algunos 1861 Suecia Finlandia Probablemente establecido Probablemente algunos 1861 Asia Finlandia Probablemente establecido Probablemente algunos 1861 Antigua URSS Finlandia Probablemente establecido Probablemente algunos 1872 Reino Unido Australia Establecido Algunos 1875 Alemania Chile Establecido Algunos 1880 EE.UU. Canadá Establecido Algunos 1893 Letonia Estonia Probablemente establecido Ninguno 1893 Rusia Estonia Probablemente establecido Ninguno 1893 Alemania Estonia Probablemente establecido Ninguno 1893 Lituania Estonia Probablemente establecido Ninguno 1894 Amu Darya Murgab, Turkmenistán Establecido Desconocido 1897 Desconocido Colombia Británica Establecido Desconocido 1898 EE.UU. Brasil Establecido Probablemente algunos 1898 Hungría Brasil Establecido Probablemente algunos 1905 Alemania Japón Desconocido 1907 desconocido Kazajstán Establecido Probablemente algunos 1910 Sudáfrica Kenia Establecido Probablemente algunos 1910 Uganda Kenia Establecido Probablemente algunos 1913 Alemania Tailandia Establecido Desconocido 1913 Japón Tailandia Establecido Desconocido 1913 China Tailandia Establecido Desconocido 1914 Alemania Sri Lanka Establecido Desconocido 1914 Desconocido Madagascar Establecido Probablemente algunos 1915 Hong Kong Filipinas Establecido Desconocido 1925 Sudáfrica Zimbabue Establecido Desconocido 1925 Francia Marruecos Establecido Algunos 1927 EE.UU. Cuba Establecido Desconocido 1927 URSS Cuba Establecido Desconocido 1934 Indonesia Egipto Establecido Desconocido 1936 Nueva Zelandia Fiji Probablemente establecido Desconocido 1936 Italia Etiopía Establecido Desconocido 1939 Sri Lanka India Establecido Algunos 1939 Tailandia India Establecido Algunos 1940 Desconocido Venezuela Establecido Algunos 1940 Desconocido Colombia Establecido Desconocido 1946 Sudáfrica Zambia No establecido Desconocido 1946 Brasil Bolivia Establecido Desconocido 1946 Malawi Zambia No establecido Desconocido 1946 Israel Zambia No establecido Desconocido 1946 Colombia Bolivia Establecido Desconocido 1946 Japón Perú Establecido Desconocido 1946 China Perú Establecido Desconocido 1946 México Bolivia Establecido Desconocido 1947 Bélgica Congo No establecido Algunos 1951 Estados Unidos Haití Desconocido No hay datos 1953 México República Dominicana Establecido Desconocido 1953 República Dom. Puerto Rico Establecido Desconocido 1954 Desconocido Guatemala Establecido Desconocido 1954 Austria Nigeria Probablemente establecido Desconocido 1954 Israel Nigeria Probablemente establecido Desconocido 1955 Desconocido Irak establecido Algunos 1956 Nicaragua Honduras no establecido Desconocido 1956 India Nepal Desconocido Desconocido 1958 Israel Nepal Desconocido Desconocido 1958 Fed. de Rusia China Desconocido Desconocido 1959 Australia Papúa Nueva Guinea Establecido Algunos 1960 Israel Ruanda Establecido Desconocido 1960 India Bangladesh Establecido Desconocido 1962 Israel Uganda Establecido Desconocido 1962 Desconocido Ghana Probablemente establecido Desconocido 1964 México Nicaragua Probablemente no establecido Desconocido 1964 Tailandia Pakistán Establecido Desconocido 1964 Reino Unido Pakistán Establecido Desconocido 1965 Francia Túnez Probablemente establecido Probablemente algunos 1965 Tailandia República Dem.de Lao Establecido Desconocido 1965 Guatemala El Salvador Probablemente establecido Desconocido 1965 Alemania Túnez Probablemente establecido Probablemente algunos 1966 Israel República Establecido Desconocido Centroafricana 1966 Israel Chipre Establecido Algunos 1968 Japón Surinam Probablemente establecido Desconocido 1969 Hungría Vietnam Establecido Algunos 1969 Taiwan Camboya Establecido Desconocido 1970 Israel Camerún Establecido Desconocido 1970 Israel Malawi no establecido Probablemente algunos 1973 Israel Corea Establecido Desconocido 1975 India Sudán No establecido Desconocido 1976 Colombia Panamá Establecido Desconocido 1976 EE.UU. Panamá Establecido Desconocido 1976 Israel Panamá Establecido Desconocido 1976 India Mauricio Establecido Desconocido 1976 Italia Côte d'Ivoire Establecido Desconocido 1976 Vietnam Hungría Establecido Probablemente algunos 1976 Taiwan Costa Rica Probablemente establecido Desconocido 1977 India Rep. Dem. de Lao Establecido Desconocido 1978 Israel Myanmar Desconocido Desconocido 1981 Vietnam Camboya Establecido Desconocido 1982 Japón China Desconocido Desconocido 1982 Vietnam Antigua URSS Establecido Probablemente algunos 1982 Fed. de Rusia Vietnam Establecido Probablemente algunos 1983 Nepal Bhutan Establecido Desconocido 1984 Alemania China Desconocido Desconocido 1985 Hungría Argelia No establecido Algunos 1989 Panamá Haití Desconocido Desconocido 1990 Hungría Angola (Pangula Lake) Desconocido Desconocido Tabla 7: Introducción Carassius auratus (Fuente : Fishbase(FAO,2013)) Fecha / Periodo De A Establecido Ecol. Efectos Pre siglo 18 China Taiwán No establecido Desconocido Pre siglo 18 Asia Bélgica Establecido Desconocido Pre siglo 18 Brasil Italia Establecido Desconocido Pre siglo 18 Desconocido Portugal Establecido Desconocido Desconocido Desconocido Grecia Probablemente establecido Desconocido Desconocido Japón India Establecido Algunos Desconocido China Indonesia Establecido Desconocido Desconocido Desconocido Irán Establecido Desconocido Desconocido Desconocido Río Jordán Desconocido Desconocido desconocido Desconocido Letonia Desconocido Desconocido desconocido Desconocido Malasia Probablemente establecido Desconocido desconocido Desconocido Alemania Establecido Desconocido desconocido Desconocido Bielorrusia Establecido Desconocido desconocido Desconocido Quebec Establecido Desconocido desconocido Desconocido Colombia Británica Establecido Desconocido desconocido Asia Costa Rica Establecido Desconocido desconocido Desconocido Croacia Establecido Probablemente algunos desconocido Desconocido Chipre Establecido Desconocido desconocido Desconocido Dinamarca Establecido Desconocido desconocido Desconocido Lake Zwai, Etiopía Establecido Desconocido desconocido Desconocido Fiji Desconocido Desconocido desconocido Desconocido Moldova Establecido Desconocido desconocido Desconocido Namibia Establecido Desconocido desconocido Desconocido Nueva Caledonia No hay datos Desconocido desconocido Desconocido Sudáfrica Establecido Algunos desconocido Desconocido Zimbabue Establecido Desconocido desconocido Desconocido Suiza Establecido Algunos desconocido Desconocido Ucrania Establecido Desconocido desconocido Desconocido URSS Establecido Desconocido desconocido Asia Reino Unido Establecido Algunos desconocido Desconocido Islas Vírgenes de Establecido Desconocido EE.UU. desconocido Desconocido Uruguay Probablemente establecido Probablemente ninguno desconocido Desconocido Samoa Occidental Establecido Desconocido desconocido Desconocido Eslovaquia Establecido Desconocido desconocido desconocido Seychelles No hay datos No hay datos desconocido Desconocido Noruega Probablemente establecido Desconocido desconocido Desconocido Pakistán Establecido Desconocido desconocido Desconocido Papúa Nueva Guinea Desconocido Desconocido desconocido Desconocido Perú Establecido Desconocido desconocido Desconocido Filipinas Establecido Desconocido desconocido Desconocido Polonia Establecido Desconocido desconocido Desconocido Reunión No establecido Desconocido desconocido Desconocido Rusia Probablemente establecido Desconocido desconocido Desconocido Arabia Saudita Desconocido Desconocido desconocido Desconocido Yugoslavia Establecido Desconocido desconocido Desconocido Bulgaria Establecido Desconocido desconocido Desconocido Bolivia Establecido Desconocido desconocido Desconocido Austria Establecido Probablemente algunos desconocido Desconocido Albania Establecido Desconocido desconocido Desconocido Afganistán Establecido Desconocido desconocido China Vietnam Establecido Desconocido 1753 - 1754 Desconocido Países Bajos Establecido Desconocido 1900 - 1997 China Singapur Establecido Probablemente algunos 1290 - 1929 Japón Brasil Establecido Desconocido 1900 - 1997 Japón Singapur Establecido Probablemente algunos 1966 - 1969 Desconocido Irak Establecido Probablemente algunos 1950 - 1960 Desconocido Kazajstán Probablemente establecido Desconocido 1990 - 1999 Desconocido Turquía Establecido Desconocido 1864 - 1868 Reino Unido Nueva Zelandia Establecido Probablemente ninguno 1890 - 1899 Desconocido Argentina Probablemente establecido Desconocido 1864 - 1868 Australia Nueva Zelandia Establecido Probablemente ninguno 1600 - 1699 Desconocido España Establecido Desconocido 1600 - 1699 El sur de China Francia Establecido Desconocido 1600 - 1699 Desconocido Canadá Establecido Probablemente algunos 1680 - 1689 Asia EE.UU. Establecido Desconocido 1692 - 1697 China Tailandia Establecido Desconocido 1700 Afganistán Suecia Establecido No hay datos 1856 Desconocido Chile Establecido Algunos 1861 Francia Madagascar Establecido Desconocido 1872 China México Establecido Algunos 1872 Afganistán Lituania Establecido Desconocido 1872 Francia México Establecido Algunos 1876 Desconocido Australia Establecido Algunos 1891 Bulgaria Hungría Establecido Algunos 1900 China Hawái Establecido Desconocido 1914 EE.UU. Puerto Rico Establecido Desconocido 1927 Alemania Rumania Establecido Probablemente algunos 1940 EE.UU. Colombia Establecido Desconocido 1948 Rusia Estonia Establecido Probablemente algunos 1951 Moscú Uzbekistán Establecido Desconocido 1953 Madagascar Mauricio Establecido Desconocido 1953 Asia Mauricio Establecido Desconocido 1953 Pakistán Bangladesh Desconocido Desconocido 1972 Japón Corea Establecido Desconocido 1972 Desconocido República Checa Establecido Algunos 1976 Japón China Establecido Desconocido 1985 Alemania Israel No establecido Desconocido Pre siglo 18 China Taiwán No establecido Desconocido Pre siglo 18 Asia Bélgica Establecido Desconocido Pre siglo 18 Brasil Italia Establecido Desconocido Pre siglo 18 Desconocido Portugal Establecido Desconocido Desconocido Desconocido Grecia Probablemente establecido Desconocido Desconocido Japón India Establecido Algunos Desconocido China Indonesia Establecido Desconocido Desconocido Desconocido Irán Establecido Desconocido Desconocido Desconocido Río Jordán Desconocido Desconocido Desconocido Desconocido Letonia Desconocido Desconocido Desconocido Desconocido Malasia Probablemente establecido Desconocido Desconocido Desconocido Alemania Establecido Desconocido Desconocido Desconocido Bielorrusia Establecido Desconocido Desconocido Desconocido Quebec Establecido Desconocido Desconocido Desconocido Colombia Británica Establecido Desconocido Desconocido Asia Costa Rica Establecido Desconocido Desconocido Desconocido Croacia Establecido Probablemente algunos Desconocido Desconocido Chipre Establecido Desconocido Desconocido Desconocido Dinamarca Establecido Desconocido Desconocido Desconocido Lake Zwai, Etiopía Establecido Desconocido Desconocido Desconocido Fiji Desconocido Desconocido Desconocido Desconocido Moldova Establecido Desconocido Desconocido Desconocido Namibia Establecido Desconocido Desconocido Desconocido Nueva Caledonia No hay datos Desconocido Desconocido Desconocido Sudáfrica Establecido Algunos Desconocido Desconocido Zimbabue Establecido Desconocido Desconocido Desconocido Suiza Establecido Algunos Desconocido Desconocido Ucrania Establecido Desconocido Desconocido Desconocido URSS Establecido Desconocido Desconocido Asia Reino Unido Establecido Algunos Desconocido Desconocido Islas Vírgenes de Establecido Desconocido EE.UU. Desconocido Desconocido Uruguay Probablemente establecido Probablemente ninguno Desconocido Desconocido Samoa Occidental Establecido Desconocido Desconocido Desconocido Eslovaquia Establecido Desconocido Desconocido Desconocido Seychelles No hay datos Desconocido Desconocido Desconocido Noruega Probablemente establecido Desconocido Desconocido Desconocido Pakistán Establecido Desconocido Desconocido Desconocido Papúa Nueva Guinea Establecido Desconocido Desconocido Desconocido Perú Establecido Desconocido Desconocido Desconocido Filipinas Establecido Desconocido Desconocido Desconocido Polonia Establecido Desconocido Desconocido Desconocido Reunión No establecido Desconocido Desconocido Desconocido Rusia Probablemente establecido Desconocido Desconocido Desconocido Arabia Saudita Desconocido Desconocido Desconocido Desconocido Yugoslavia Establecido Desconocido Desconocido Desconocido Bulgaria Establecido Desconocido Desconocido Desconocido Bolivia Establecido Desconocido Desconocido Desconocido Austria Establecido Probablemente algunos Desconocido Desconocido Albania Establecido Desconocido Desconocido Desconocido Afganistán Establecido Desconocido Desconocido China Vietnam Establecido Desconocido 1753 - 1754 Desconocido Países Bajos Establecido Desconocido 1900 - 1997 China Singapur Establecido Probablemente algunos 1290 - 1929 Japón Brasil Establecido Desconocido 1900 - 1997 Japón Singapur Establecido Probablemente algunos 1966 - 1969 Desconocido Irak Establecido Probablemente algunos 1950 - 1960 Desconocido Kazajstán Probablemente establecido Desconocido 1990 - 1999 Desconocido Turquía Establecido Desconocido 1864 - 1868 Reino Unido Nueva Zelandia Establecido Probablemente ninguno 1890 - 1899 Desconocido Argentina Probablemente establecido Desconocido 1864 - 1868 Australia Nueva Zelandia Establecido probablemente ninguno 1600 - 1699 Desconocido España Establecido Desconocido 1600 - 1699 El sur de China Francia Establecido Desconocido 1600 - 1699 Desconocido Canadá Establecido Probablemente algunos 1680 - 1689 Asia EE.UU. Establecido Desconocido 1692 - 1697 China Tailandia Establecido Desconocido 1700 Afganistán Suecia Establecido Desconocido 1856 Desconocido Chile Establecido Algunos 1861 Francia Madagascar Establecido Desconocido 1872 China México Establecido Algunos 1872 Afganistán Lituania Establecido Desconocido 1872 Francia México Establecido Algunos 1876 Desconocido Australia Establecido Algunos 1891 Bulgaria Hungría Establecido Algunos 1900 China Hawái Establecido Desconocido 1914 EE.UU. Puerto Rico Establecido Desconocido 1927 Alemania Rumania Establecido Probablemente algunos 1940 EE.UU. Colombia Establecido Desconocido 1948 Rusia Estonia Establecido Probablemente algunos 1951 Moscú Uzbekistán Establecido Desconocido 1953 Madagascar Mauricio Establecido Desconocido 1953 Asia Mauricio Establecido Desconocido 1953 Pakistán Bangladesh Establecido Desconocido 1972 Japón Corea Establecido Desconocido 1972 Desconocido República Checa Establecido Algunos 1976 Japón China Establecido Desconocido 1985 Alemania Israel No establecido Desconocido 9. Antecedentes de Mercado y Comercialización.

En tabla 9 se entregan precios de venta a publico de tiendas online chilenas y españolas. Estos precios están actualizados a diciembre 2013.

Tabla 10: Precios de venta al público en tiendas online para peces ornamentales de la Familia Cyprinidae. Especie Precio venta publico Chile($) España (euros$) Carassius auratus 3.500 a 4.200 1,9 Cyprinus carpio(Koi) 2.300 a 19.000 3,1 a 6,9 Fuente: CORDUNAP, a partir de: http://www.virtualfish.cl, http://www.pezcenter.com

10. Referencia Bibliográfica Consultada.

FAO. Species Fact Sheets Cyprinus carpio. En: http://www.fao.org/fishery/species/2957/en. Consultada el 10 de octubre 2012. http://www.alquimistadeacuarios.com/peces/detalle_pez.php?id=19. Consultado 8 enero 2013. http://atlas.elacuarista.com/familia-descripcion/cyprinidae. Consultada el 12 septiembre 2013. http://www.fao.org/fishery/culturedspecies/Cyprinus_carpio/es. Consultado 8 enero 2013. http://www.fishbase.org/Diseases/DiseasesList.php?ID=271&StockCode=285. Consultada 12 septiembre 2013. http://www.fishbase.org/Diseases/DiseasesList.php?ID=1450&StockCode=1643. Consultada 12 septiembre 2013. http://www.fishbase.org/Introductions/IntroductionsList.php?ID=1450&GenusName=Cyprinus&S peciesName=carpio+carpio&fc=122&StockCode=1643 Consultada 12 septiembre 2013. http://www.fishbase.org/Introductions/IntroductionsList.php?ID=271&GenusName=Carassius&Sp eciesName=auratus+auratus&fc=122&StockCode=285 Consultada 12 septiembre 2013. http://www.fishbase.org/summary/271. Consultado 8 enero 2013. http://www.fishbase.org/summary/1450. Consultado 8 enero 2013. http://www.legiscomex.com. Abril 2013. Estudio de mercado Peces ornamentales en Colombia, En http://www.legiscomex.com/BancoMedios/Documentos%20PDF/estudio%20peces%20ornamenta les%20completo3.pdf. Consultada el 18 noviembre 2013. http://www.paginasprodigy.com/emesolutions/pescaenlinea/Carpa.htm. Consultada 10 enero 2013. http://www.pezcenter.com/busqueda.php?texto=carassius. Consultada el 18 noviembre 2013. http://www.pezcenter.com/busqueda.php?texto=koi. Consultada el 18 noviembre 2013. http://www.virtualfish.cl/detalle.asp?id=276. Consultada el 18 noviembre 2013. http://www.virtualfish.cl/verTodos.asp?TipoProducto=Peces&Acuario=Pileta&Categoria=Carassius . Consultada el 18 noviembre 2013.

Landines, M., F. Urueña, J.C. Mora, L. Rodríguez, A. Sanabria, D. Herazo, J. Botero. 2007. Producción de Peces Ornamentales en Colombia. INCODE. Colombia, 240 pp. En: http://www.docentes.unal.edu.co/malandinezp/docs/Produccion%20de%20peces%20ornamental es%20en%20Colombia.pdf. Consultada el 7 octubre 2012.

Portal pez. Cyprinus carpio. En: http://atlas.portalpez.com/koi-carpa-comun-cyprinus-carpio- vt2578.html. Consultada 10 de octubre 2012.

Nombre Común: Tilapia del Nilo.

Nombre Científico: Oreochromis niloticus (Linnaeus 1758)

Clasificación Taxonómica Clase : Actinopterygii Orden : Perciformes Familia : Cichlidae Género : Oreochromis

1. Descripción.

Pez teleósteo, del orden Perciforme perteneciente a la familia Cichlidae. La tilapia es originario de África, habita la mayor parte de las regiones tropicales del mundo, donde las condiciones son favorables para su reproducción y crecimiento. Es un pez de buen sabor y rápido crecimiento, se puede cultivar en estanques y en jaulas, soporta altas densidades, resiste condiciones ambientales adversas, tolera bajas concentraciones de oxígeno, es capaz de utilizar la productividad primaria de los estanques, y puede ser manipulado genéticamente (Nicovita, Undate).

2. Estado de Importación de la Especie en Chile.

Especie exótica, que no se encuentra dentro de la nomina de las especies hidrobiológicas vivas no transgénicas cuya importación ha sido autorizada para su cultivo o mantención en circuito controlado. Por lo tanto corresponde a una especie de primera importación y se regirán por el Decreto Supremo D.S. N° 730, de 1995, del Ministerio de Economía, Fomento y Reconstrucción (Decreto Supremo D.S. N° 730/1995, Resolución Exenta N° 2568/ 2011). Para tramite de importar especie para consumo humano se debe seguir procedimiento de Reglamento de importación de especies hidrobiológicas, el cual puede obtener desde la web de la Subsecretaria de Pesca y Acuicultura.

3. Ciclo Biológico y Biología Reproductiva.

El tipo de reproducción es dioica y el sistema endocrino juega un importante papel en la regulación de la reproducción. La diferenciación de las gónadas ocurre en etapas tempranas, entre los 16 y 20 días de edad (tomando como referencia el primer día en que deja de ser alevín). Posteriormente, las gónadas empiezan a definirse como masculinas o femeninas, éstas últimas se desarrollan entre 7 y 10 días antes que las masculinas. Alcanza la madurez sexual a partir de los 3 a 4 meses de edad con una longitud entre 8 cm y 18 cm. El fotoperiodo, la temperatura (la cual debe permanecer arriba de 24°C durante el periodo de maduración) y la presencia del sexo opuesto son factores que influyen en la maduración sexual. En la reproducción, cuando las condiciones son propicias, los machos construyen una colonia de nidos en el sustrato, mismos que se encuentran cercanos unos de otros. Cada macho construye su nido excavando una depresión en el sustrato y poniendo los escombros uniformemente alrededor del perímetro. En una sección transversal estas depresiones aparecen como un tazón, cada uno forma el centro del territorio de cada macho, del cual alejan a otros machos. El tamaño de los nidos está en función de la talla y la cercanía de los nidos, lo cual permite que cada ocupante pueda ver a sus vecinos sobre guardando sus depresiones (Astilapia, 2009).

Cantor (2007), describe el ciclo de vida de la Tilapia en cuatro etapas: Alevín:

Etapa el desarrollo subsecuente al embrión y a la eclosión, dura alrededor de 3 a 5 días; en esta fase, el alevín, se caracteriza porque presenta un tamaño de 0,5 a 1 cm y posee un saco vitelino en el vientre que es de donde se alimenta los primeros días de nacido.

Cría:

Cuando los peces han absorbido el saco vitelino y comienzan a aceptar alimento balanceado, y han alcanzado una talla de 1 a 5 cm de longitud.

Juvenil:

Peces con una talla que varía entre 5 y 10 cm, la cual alcanzan a los 2 meses de edad y aceptan alimento balanceado para su crecimiento.

Adulto:

Es la última etapa del desarrollo, los individuos presentan tallas entre 18 y 25 cm y pesos de 150 a 300 g, características que obtienen alrededor de los 3,5 meses de edad.

En cuanto al crecimiento, los parámetros estimados de acuerdo al modelo de crecimiento en longitud de Von Bertalanffy son los siguientes; L∞ = 46,1 cm, K = 0,54 y t0 = 0,27 años y para la relación longitud/peso son; a = 0,0369 y b = 2,89 (Fishbase. En: FAO, 2013).

La representación gráfica de las ecuaciones anteriores se presenta en las siguientes figuras.

Figura 1: Gráfico de Crecimiento en Longitud y Peso para Tilapia Fuente: Elaboración Propia a partir de los datos registrados en Fishbase (FAO, 2013).

Figura 2: Relación Longitud – Peso para Tilapia Fuente: Elaboración Propia a partir de los datos registrados en Fishbase (FAO, 2013).

4. Distribución Geográfica.

Las tilapias son un grupo de especies de peces de agua dulce originarios exclusivamente de África (excluyendo Madagascar) y de Palestina (Valle Jordan y ríos costeros). Se distribuyen por toda África, excepto en las montañas Atlas del norte de África y Sur-Oeste (Fattah et al., 2006).

5. Ecología.

Las tilapias, son especies aptas para el cultivo en zonas tropicales y subtropicales. Se les encuentra habitando en aguas lenticas (lentas), principalmente someras o turbias (estancadas o inactivas) como lagos, lagunas, litorales, bordos, estanques, charcos así como también en loticas (aguas corrientes) a orillas de ríos entre piedras y plantas acuáticas e inclusive en aguas marinas. El hábitat que prefieren es de fondo lodoso, toleran altas salinidades, son peces eurihalinos, o sea que pueden vivir en aguas dulces, salobres y marinas, el rango de tolerancia es de 0°/00 a 40°/00(partes por mil) y en algunos casos, se ha presentado por arriba de esta salinidad. Son Cíclidos considerados como omnívoros que hasta su etapa de cría de 5 cm presenta preferencias fitoplanctofagas, puesto que su alimentación se basa en el consumo de zooplancton, insectos y vegetales acuáticos, y de alimentos artificiales como harinas y granos. Los juveniles se alimentan preferentemente de fitoplancton y zooplancton, inclusive aceptan alimentos preparados que se utilizan en la crianza de pollos. Los adultos comen plancton, algas filamentosas, algunas plantas superiores y detritus vegetal (Cantor, 2007).

6. Antecedentes de Tecnología de Cultivo.

De acuerdo a Manual de crianza de Tilapia de Nicovita (Undate), la tecnología de cultivo consta de las siguientes etapas:

Siembra de reproductores:

Para obtener una buena producción de larvas se recomienda emplear una proporción de 1.5 a 2 machos por 3 hembras, sin exceder 1.0 Kg de biomasa por metro cuadrado, ya que al excederse tanto en biomasa como en el número reproductores puede provocar la disminución de la postura. Los reproductores deben ser sembrados en estanques con un área entre 500 y 1500 m2 para facilitar la recolección de alevines y la cosecha. Para asegurar una producción alta y constante, es importante monitorear con frecuencia parámetros como oxígeno disuelto, pH y sólidos disueltos. Además los estanques deben contar con un sistema antipájaros, para evitar la predación de camadas y ataques a reproductores adultos. Las tilapias presentan un comportamiento reproductivo muy particular; los machos eligen el sitio de desove, construyen el nido en forma de batea, el cual es limpiado constantemente esperando atraer a una hembra. Así mismo, el área es defendida continuamente de la invasión de otros machos, con movimientos de natación agresivos. La hembra después del cortejo, nada dentro del nido, soltando los huevos, seguida de cerca por el macho, quién expulsa el esperma en la cercanía del desove; por lo que la fecundación de los huevos es externa. Una vez fertilizados los huevos, la hembra los recoge y coloca en su boca para su incubación. Este periodo tiene una duración de 3 a 6 días dependiendo de la temperatura del agua. Para la reproducción de la tilapia es recomendable mantener la temperatura en el rango de 28 a 31 °C.

Recolección de alevines:

Una vez eclosionados los huevos, la hembra mantiene las larvas en la boca; hasta que terminan de absorber el saco vitelino. La recolección de la semilla debe realizarse en la mañana, antes de alimentar, con sistemas de redes muy finas, cucharas de angeo y copos de tela mosquitera, para evitar el maltrato de los alevines y su mortalidad. Luego de sacar los alevines del estanque de reproducción, es necesario separar los reproductores (machos y hembras) en estanques independientes para darles el descanso necesario. Se deben realizar medidas profilácticas sobre cada uno de los estanques, artes de pesca y utensilios de recolección, para evitar el contagio de epidemia por reproductores enfermos. La tilapia alcanza la madurez sexual entre los 80 a 100 gramos o a la edad de 5 a 6 meses y de ahí en adelante puede producir cría cada 4 semanas dependiendo de las condiciones del estanque y de la condición nutricional del reproductor.

Pre-cría:

Esta fase comprende la crianza de alevinos con pesos entre1 a 5 gramos. Generalmente, se realiza en estanques con área entre 350 y 800 m2, con una densidad de 100 a 150 peces por m2, con porcentaje de recambio de agua del 10 al 15% día y con aireación, mientras que para esta misma fase pero sin aireación, se sugiere densidades de 50 a 60 peces por m2 y recubrimiento total del estanque con malla antipájaros para controlar la depredación. Los alevines son alimentados con alimento balanceado conteniendo 45% de proteína, a razón de 10 a 12% de la biomasa distribuido entre 8 a 10 veces al día.

Levante:

Esta comprendido entre los 5 y 80 gramos. Generalmente se realiza en estanques de 450 a 1500 m2, con densidad de 20 a 50 peces por m2, con un buen porcentaje de recambio de agua (5 a 10% día) y un recubrimiento total de malla para controlar la depredación. Se entrega alimentado balanceado a los peces, cuyo contenido en proteína debe ser de 30 o 32%, dependiendo de la temperatura y el manejo de la explotación. Se debe suministrar la cantidad de alimento equivalente del 3% al 6% de la biomasa, distribuidos entre 4 y 6 raciones al día.

Engorde:

Está fase comprende la crianza de la tilapia desde entre los 80 gramos hasta el peso de cosecha. Generalmente se realiza en estanques de 1000 a 5000 m2, con densidades entre 1 a 30 peces por m2.En densidades mayores de 12 animales por m2, es necesario contar con sistemas de aireación o con alto porcentaje de recambio de agua (40 a 50%). En esta etapa, por el tamaño del animal, ya no es necesario el uso de sistemas de protección antipájaros. Los peces son alimentados con alimentos balanceados de 30 o 28% de contenido de proteína, dependiendo de la clase de cultivo (extensivo, semi-intensivo o intensivo), la temperatura del agua y el manejo de la explotación. Se sugiere suministrar entre el 1,2%y el 3%de la biomasa distribuida entre 2 y 4 dosis al día.

Existen antecedentes que en la etapa de engorda desarrollada en cultivo intensivo de tilapia se siembra a una densidad de 30 peces/m2 .Alcanzándose un índice de conversión alimenticia de 1: 1,8 a 1: 2,1, en estanques con alimento balanceado (Abdel-Fattah y Sayed, 2006.).

Para esta especie se registra un crecimiento diario de 2,93 g/día, alcanzando 500 g en 5 meses, con un peso inicial de siembra de 60 g. y una tasa de Crecimiento Absoluta de 0,08 kg/mes, con un rendimiento de 10 a 15 ton/Ha en estanques (Carnevia, 2007; Abdel-Fattah y Sayed, 2006).

Tabla 1: Propiedades Físicas y Químicas de un Cuerpo de Agua para cultivo de Tilapia Parámetro Unidad Valor Parámetro Unidad Valor Temperatura °C 24 - 30 Plomo mg/L <0,03 Oxígeno mg/L >4 Alcalinidad mg/L CaCO3 10 - 500 pH Unidades 6,5 - 9 Amonio mg/L < 2,35 Arsénico mg/L <0,05 Cloruros mg/L <10 Boro mg/L < 0,75 Dureza mg/L 50 - 350 Cadmio mg/L <0,003 Fosfatos mg/L < 1,5 Calcio mg/L 5 - 160 Nitratos mg/L < 2 Cobre mg/L < 0,03 Nitritos mg/L < 0,1 Fósforo mg/L <3 Sulfatos mg/L < 500 Hierro mg/L < 0,2 Sulfuro Total mg/L <0,01 Magnesio mg/L <36 Colif. Fec NMP/100 ml <100 Mercurio mg/L 0,05 Colif. Tot NMP/100 ml <1000 Fuente: Astilapia (2009); Timmons et al. (2002); Cantor (2007); Saavedra (2006); NCh1333. Of. 78/Mod. 1987.

7. Antecedentes Sanitarios Tabla 2: Enfermedades Tilapia Enfermedades Bacterianas Enfermedades Virales Enfermedades Parasitarias Enfermedades Fúngicas Septicemias hemorrágicas bacterianas Iridovirosis (Iridovirus sp.) Infección por Gyrodactylus shariffi Infección por Saprolegniasis Enfermedad bacteriana del riñón Infección por Trichodina centrostrigat Infección por Ichthyophonus (Renibacterium salmoninarum). Infección por Cichlidogyrus Infección por Branchiomyces Vibriosis longicornis Infección por Dermocystidium Enfermedad del pedúnculo caudal Infección por Ichthyophthirius sp. Enfermedad bacteriana de las branquias Infección por Caligus epidemicus (Myxobacterium) Infección por Cryptobia sp. Infección Tuberculosis (Myxobacterium fortuitum) por Dactylogyrus sp. Grub Amarilla Aeromonosis (Aeromonas hydrophila) (Clinostomum complanatum) Edwardsiellosis (Edwardsiella tarda) Entre otras enfermedades Epitheliocystis (Chlamydia sp.) parasitarias. Donde: (*) Enfermedad en Listado de la OIE; (1) En lista 1 de Enfermedades de Alto Riesgo; (2) En lista 2 de Enfermedades de Alto Riesgo, (3) En lista 3 de Enfermedades de Alto Riesgo. Fuente: Fishbase (FAO, 2013); (Nicovita, Undate); Resolución Exenta N°1741. 2013. Establece clasificación de enfermedades de alto riesgo. Ministerio de Economía Fomento y Turismo.

8. Antecedentes de Introducción en otros países.

El primer cultivo orientado de tilapia sea inició en 1927 en Kenia, en 1938 es transferida a piscícolas en Java, en 1939 a Indonesia, desde donde es reportada por primera vez por Mudjair en 1938 en la Costa Este de Java y desde aquí fue transferida al Sudeste de Asia, el Caribe y Sur América.

Tabla 3: Introducción de Tilapia a otros países Fecha / Periodo De A Establecido Ecol. efectos 1950-1974 Desconocido Irak Probablemente no establecido Desconocido 1975-1999 Desconocido Jamaica Desconocido Desconocido desconocido Sin especificar Botswana Establecido No hay datos desconocido Desconocido Brunei Darussalam Probablemente establecido Desconocido desconocido Desconocido Comoras Desconocido Desconocido desconocido República Centroafricana Zaire Desconocido Desconocido desconocido Desconocido Ecuador Establecido Desconocido desconocido Desconocido Francia No establecido Desconocido desconocido Desconocido Gabón Desconocido Desconocido desconocido Desconocido Kiribati Desconocido Desconocido desconocido Desconocido Guayana Desconocido Desconocido desconocido Desconocido Irán Probablemente establecido Desconocido desconocido Desconocido Río Jordán Desconocido Desconocido desconocido Tailandia Laos Establecido Algunos desconocido Desconocido Liberia Desconocido Desconocido desconocido Desconocido Malta No establecido Desconocido desconocido Desconocido Mozambique Desconocido Desconocido desconocido Desconocido Antillas Países Desconocido Desconocido desconocido Desconocido Katar Probablemente establecido No hay datos desconocido Desconocido Rusia No establecido Desconocido desconocido Gabón Sao Tomé y Príncipe Desconocido Desconocido desconocido Desconocido Arabia Saudita Desconocido Desconocido desconocido Desconocido Sierra Leona Desconocido Desconocido desconocido Desconocido Eslovaquia Probablemente no establecido Desconocido desconocido Desconocido Siria Desconocido Desconocido desconocido Desconocido Reino Unido Desconocido Desconocido desconocido Desconocido Inglaterra No establecido Desconocido desconocido Desconocido Escocia No establecido Desconocido 1940 - 1949 Desconocido Argentina No establecido Desconocido 1927 - 1930 Desconocido Lake Bunyoni Establecido Probablemente algunos 1960 - 1969 Brasil Bolivia Establecido Probablemente ninguno 1960 - 1969 Colombia Bolivia Establecido Probablemente ninguno 1954 - 1962 Desconocido Kenia Establecido Algunos 1970 - 1979 Jamaica Santa Lucía Probablemente establecido Probablemente algunos 1970 - 1979 Desconocido Singapur Establecido Probablemente algunos 1970 - 1979 Desconocido Turquía Probablemente no establecido Desconocido 1950 - 1969 Desconocido Tanzania Establecido Algunos 1990 - 1999 Desconocido Jamahiriya Árabe Libia Desconocido Desconocido 1980 - 1985 Jamaica Trinidad Desconocido Desconocido 1935 Lake Bunyoni Lagos Bulera y Luhondo Establecido Probablemente algunos 1950 Madagascar Mauricio Establecido Desconocido 1950 Tanzania Mauricio Establecido Desconocido 1951 Congo Burundi Establecido Desconocido 1951 Ruanda Burundi Establecido Desconocido 1951 Congo, Dem.Rep. del Ruanda Establecido No hay datos 1953 Sudán Congo Establecido Algunos 1954 Tailandia Bangladesh Establecido Algunos 1955 Israel Sudáfrica Probablemente no establecido Probablemente algunos 1956 Desconocido Sri Lanka Establecido Algunos 1956 Egipto Madagascar Establecido Algunos 1957 Israel Bélgica Probablemente establecido Desconocido 1957 Congo República Centroafricana Desconocido Desconocido 1957 Desconocido Alemania No establecido Desconocido

1957 Madagascar RÃ © unión Establecido Desconocido 1962 Egipto Japón Establecido Desconocido 1964 África México Establecido Algunos 1964 Costa Rica México Establecido Algunos 1964 El Salvador Nicaragua Establecido Desconocido 1965 Japón Tailandia Establecido Algunos 1966 Japón Taiwan Establecido Probablemente ninguno 1966 Desconocido Túnez Establecido Probablemente algunos 1967 Perú Cuba Establecido Desconocido 1968 Israel Viti Levu, Fiji Establecido Desconocido 1969 Taiwán Indonesia Probablemente establecido Algunos 1969 Kenia Israel No establecido Desconocido 1970 Tailandia Filipinas Establecido Algunos 1971 Côte d'Ivoire Brasil Establecido Desconocido 1971 Desconocido Indonesia (Irian Jaya) Desconocido Desconocido 1972 Taiwan Hong Kong Establecido Algunos 1973 Filipinas Vietnam Establecido Algunos 1973 Isla de Taiwan Vietnam Establecido Algunos 1973 Tailandia Vietnam Establecido Algunos 1974 Costa Rica Guatemala Establecido Desconocido 1974 El Salvador Guatemala Establecido Desconocido 1974 Brasil Puerto Rico Establecido Desconocido 1974 Pentecostés, el noreste de Brasil EE.UU. Desconocido Desconocido 1975 Taiwan Corea del Sur Establecido Desconocido 1976 Israel Chipre Probablemente no establecido Desconocido 1976 Brasil Panamá Establecido Desconocido 1976 Israel Sudáfrica Probablemente establecido Desconocido 1977 Tailandia Myanmar Establecido Desconocido 1977 Desconocido Haití Probablemente establecido Desconocido 1978 Hong Kong China Probablemente establecido Probablemente ninguno 1978 Río Nilo China Probablemente establecido Probablemente ninguno 1978 EE.UU. Honduras Establecido Desconocido 1979 Brasil Colombia Establecido Desconocido 1979 Panamá Costa Rica Establecido Desconocido 1979 Desconocido República Dominicana Establecido Desconocido 1979 EE.UU. El Salvador Establecido Desconocido 1979 Estados Unidos de América Haití Probablemente establecido No hay datos 1979 Tailandia Malasia Establecido Desconocido 1979 Brasil Perú Establecido Desconocido 1980 Vietnam Camboya Probablemente establecido Desconocido 1980 Panamá Colombia Establecido Desconocido 1982 Desconocido Granada Desconocido Desconocido 1983 Dominica St. Vincent Desconocido Desconocido 1983 Reino Unido Escocia Zambia Establecido Desconocido 1985 Desconocido Bhutan Desconocido Desconocido 1985 Sudán República Checa No establecido Ninguno 1985 Desconocido Checoslovaquia Probablemente no establecido Desconocido 1985 Tailandia Nepal Desconocido Desconocido 1985 Desconocido Nepal Desconocido Desconocido 1985 Egipto Pakistán Establecido Probablemente ninguno 1986 Reino Unido Escocia Zimbabue Establecido Algunos 1987 Jamaica Haití Desconocido No hay datos 1989 Checoslovaquia Polonia No establecido Ninguno 1989 Etiopía Eritrea Probablemente establecido Desconocido 1990 Egipto Colombia Desconocido Desconocido 1990 Tailandia India Probablemente no establecido Probablemente ninguno 1990 Kenia Zimbabwe (Lago Kariba) Desconocido Desconocido 1991 Fiji Samoa Desconocido Desconocido 1991 Alemania Zambia Desconocido Desconocido 1993 Jamaica Caimanes. Establecido Desconocido 1993 Fiji Rarotonga, cocinero es. Probablemente no establecido Desconocido 2000 Desconocido Italia Probablemente establecido Probablemente algunos 2003 Desconocido Galápagos es. Establecido Desconocido Fuente:Fishbase (FAO, 2013).

9. Antecedentes de Mercado y Comercialización.

A pesar de que la crisis mundial que ha afectado los mercados internacionales, la producción de tilapia en forma global continúa creciendo, no obstante se ha reflejado una baja en la demanda por tilapia y otras especies exportadas por China, generando que los precios del mercado domestico se reduzcan. Sin embargo, las proyecciones son favorables y se espera un repunte, debido a que se espera vender productos de menor precio en los próximos meses. Por otra parte, el incremento de la producción en China se ha debido a la continua demanda por tilapia que está creciendo en todo el mundo. A sí mismo las importaciones de filetes frescos de tilapia en EEUU fueron en el 2008, un 10% superior a lo registrado en el 2007. En Latino América, el principal importador de filetes de tilapia frescos al mercado de EEUU, sigue siendo Honduras con ventas de US$ 61,7 millones. Esta condición ha desplazado a Ecuador como principal importador de tilapia fresca, el cual registra ventas por US$ 54,7 millones en ingresos en el 2009. Los abastecedores a nivel mundial se mantienen estables de acuerdo a la demanda y los precios se mantienen firmes. En el caso de China, uno de los mayores exportadores de tilapia, ha disminuido su rendimiento en 15% en volumen y 3,6% en valor (filete fresco congelado) a EEUU. Sin embargo, esta disminución fue compensada por un mayor abastecimiento (entre 1.000 a 8.000 toneladas) de tilapia entera congelada a países africanos como Camerún y Costa de Marfil, entre otros. En el 2011, las exportaciones de filetes congelados representaron el 48% del total de las exportaciones de tilapia, cifra menor al 58% registrado en el año 2010, mientras que las exportaciones tilapia entera congelada se incrementaron en el volumen total exportado. Las exportaciones registraron una caída histórica a EEUU, el mayor mercado para los filetes, registrando sólo 85.173 toneladas durante el 2011 (111.436 ton registradas en el 2010). Taiwán exporta cerca de 38.000 toneladas/año de tilapia a EEUU, Arabia Saudita, República de Corea y Canadá. Honduras fue el mayor proveedor de filetes de tilapia fresco-refrigerados en el 2011 hacia Estados Unidos, superando a Ecuador. Incrementando sus embarques en 11,5% a 8.080 toneladas y Colombia también produjo 31,5% más que en el año anterior (Market Reports Globefish, 2012).

Las importaciones de tilapia a la UE mostraron un crecimiento positivo durante el 2011, con un incremento de 1% en las importaciones, alcanzando 20.698 toneladas. Las exportaciones de China, el principal proveedor, cayeron en casi 3% comparado con el 2010, pero las importaciones de otros países de Asia se incrementaron (Vietnam +160%, Taiwán +13,4% e Indonesia +9%). El comercio entre los países de la UE creció en 14% durante el 2011, en particular en Alemania, Países Bajos, Polonia, España, Italia y Francia (Market Reports Globefish, 2012).

Según FAO, el abastecimiento mundial se ha incremento, aunque las importaciones de EEUU se redujeron. No obstante, las importaciones desde la UE y del mercado africano han cobrado gran significancia en el mercado de la tilapia, considerando la creciente demanda y los altos precios ofrecidos (Market Reports Globefish, 2012).

Precios Tilapia:

Producto fresco (2012):

• Filete: US$ 8,8 a 9,05/kg. Fob Miami, EEUU. USD$ 4,08/kg Fob Ecuador (INFOPESCA: Boletín Comercial Nº 11/12, 2012)

• Entera: US$ 1,32/kg. FOB Ecuador. US$ 1,66/kg. Mayorista Rio de Janeiro. Brasil (INFOPESCA: Boletín Comercial Nº 11/12, 2012)

Producto Congelado (2012):

• Filete: US$ 5,62 a 5,84/kg. Mayorista New York. EEUU. (INFOPESCA: Boletín Comercial Nº 11/12, 2012).

De acuerdo a los datos reportados por FAO para el 2011, esta especie registró una producción total de 2.172.817 toneladas, valorizadas en US$ 3.611.391 (Figura 3, Tablas 4 y 5). (Fishstat J. FAO, 2013).

Figura 3: Producción acuícola mundial Tilapia en cantidad y valor para el periodo 2005 – 2011. Fuente: Elaboración propia a partir de los datos de Fishstat J (FAO, 2013).

Tabla 4: Producción acuícola Tilapia (Toneladas) Periodo 2005 al 2011 por país y año. País 2005 2006 2007 2008 2009 2010 2011 China 844.210 958.983 850.211 832.698 943.478 998.890 1.080.800 Indonesia 148.249 169.390 204.405 289.434 321.348 412.367 534.216 Tailandia 203.737 205.326 213.812 217.246 221.043 179.240 139.263 Filipinas 124.371 156.648 176.012 182.444 183.749 164.764 162.847 Ecuador 19.142 19.368 20.000 21.000 37.461 47.733 48.000 Egipto 10.393 56.319 32.049 23.060 27.239 30.000 30.000 Honduras 28.376 28.400 28.356 20.494 14.232 16.455 20.000 Uganda 4.221 11.365 16.763 17.000 21.445 31.500 28.101 Costa Rica 16.493 11.677 17.687 19.380 18.904 21.334 22.417 Rep. Dem. Pop. Lao 15.070 15.050 15.866 16.129 18.817 20.580 21.700 Colombia 8.000 7.600 9.000 9.000 14.382 8.942 10.040 Malasia 4.362 5.766 5.849 8.294 10.363 9.629 9.526 Ghana 954 2.000 3.500 5.100 6.676 9.424 18.200 Kenya 622 609 2.965 3.113 3.424 9.115 16.602 Otros 18.539 24.408 25.657 26.715 27.002 30.376 31.105 Total Producción Mundial (toneladas) 1.446.739 1.672.909 1.622.132 1.691.107 1.869.564 1.990.349 2.172.817 Fuente: Fishstat J (FAO, 2013).

Tabla 5: Producción acuícola Tilapia (Miles de dólares) Periodo 2005 al 2011 por país y año. País 2005 2006 2007 2008 2009 2010 2011 China 853.137 995.962 1.181.793 1.240.720 1.405.782 1.488.346 1.610.392 Indonesia 120.082 133.818 188.053 214.181 488.353 686.491 944.622 Filipinas 123.951 179.674 226.121 247.419 238.435 226.180 233.805 Tailandia 146.392 172.018 200.093 236.635 244.843 237.446 196.514 Ecuador 38.284 38.736 40.000 42.000 123.621 137.948 138.720 Honduras 42.564 42.600 42.534 76.853 53.370 61.706 75.000 Costa Rica 41.233 29.193 44.218 48.450 47.260 53.335 56.043 Egipto 13.489 79.965 54.889 30.570 40.142 43.615 43.591 Uganda 5.909 21.594 43.794 44.643 47.679 65.295 55.951 Colombia 24.000 22.800 27.000 27.000 43.146 31.297 29.116 Rep. Dem. Pop. Lao 16.276 18.060 19.827 22.148 27.097 29.914 32.550 Ghana 2.099 4.400 8.750 17.850 22.965 26.346 48.159 Jamaica 20.407 21.648 16.196 21.070 15.112 14.766 4.226 Kenya 988 1.014 8.815 9.964 9.969 25.900 42.246 Otros 34.584 42.305 56.107 69.311 77.987 87.702 100.456 Total Producción Mundial (miles de US$) 1.483.394 1.803.785 2.158.191 2.348.813 2.885.761 3.216.287 3.611.391

Fuente: Fishstat J (FAO, 2013).

10. Referencias Bibliográficas Consultdas.

Abdel-Fattah M. y E. Sayed. 2006. Tilapia Culture. Egipto. Oceanography Department. Faculty of Science. Alexandria University. ISBN 978-0-85199-014-9. 293 pp.

Astilapia. 2009. Curso taller: Cultivo de tilapia (Oreochromis spp) a alta densidad en módulos flotantes, con énfasis en buenas prácticas de producción acuícola para la inocuidad alimentaria y para la generación de un producto de calidad suprema. Sinaloa, México. 98 pp.

En:http://www.gbcbiotech.com/genomicaypesca/documentos/peces/tilapia/Tilapia%202020_Pro spectiva%20sistema-producto%20nacional%20de%20tilapia%20en%20Mexico.pdf. Consultado en Diciembre 12 de 2012.

Cantor, F. 2007. Manual de Produccio9n de Tilapia. Puebla, México. 135 pp. En: http://api.ning.com/files/XsdzssQIml1ERp3x3LhlH- SLJK1Wcw83ulQ1at9BVNoQV6lUZ*H_IdRLhkoJbQUtNs7ZNVJX4JC3gDsBVHw7keD7TgsUOzxl/Manu aldecultivodeTilapia.pdf. Consultado en Enero 15 de 2013.

Carnevia, D. 2007. Plan Nacional De Desarrollo De La Acuicultura 2008. In: Estrategia general para el desarrollo de la acuicultura sostenible en la República Oriental del Uruguay. Montevideo. Dinara-Fao. 40 pp. En: http://www.dinara.gub.uy/web_dinara/images/stories/publicaciones/an_oport_cultivo_spp_urug uay.pdf. Consultado Julio 30 de 2013.

Código Sanitario para los Animales Acuáticos. 2012. Organización Mundial de Sanidad Animal. OIE. Decimoquinta edición, París, Francia. ISBN 978-92-9044-865-5. En: http://www.oie.int. Consultado Agosto 30 de 2012.

Decreto (DS) 730, Resolución 2568. 2011. Reglamento de internación de especies, Ministerio de Economía Fomento y Turismo. Valparaíso. 35 pp. En: http://www.subpesca.cl Consultado en Octubre 6 de 2012. FAO. FishstatJ, base de datos FAO actualizada al año 2011. En: http://www.fao.org. Consultado Julio 23 de 2013.

INFOPESCA. 2012. Boletín Comercial Nº 11/12. En www.infopesca.org. Consultado en agosto 14 de 2013. Boletín de Exportaciones de Salmónidos, Enero 2012-2013. En: www.directorioaqua.com/contenido/pdf/LISTA-Exportaciones_Salmones_Diciembre_12.pdf. Consultado Julio 23 de 2013.

Market Reports Globefish. 2012. Market Reports Tilapia - July 2012. En: www.globefish.org. Consultado Septiembre 23 de 2013.

Mundo Tilapia. Tilapia presente y futuro de nuestras naciones. En: http://mundotilapia.webpin.com/135818_Introduccion-paises.html. Consultada 16 octubre 2012.

Nicovita. Manual de Crianza Tilapia. En: http://es.scribd.com/doc/26648110/Manual-de-Crianza- de-Tilapia. Consultado en octubre 10 de 2012.

Norma Chilena Oficial: NCh1333.Of78. En: www.conemi.net/normativa/NCh1333-1978%20Mod- 1987.pdf, consultada el 20 octubre 2012.

Saavedra, M. 2006. Manejo del cultivo de tilapia. Managua, Nicaragua. 24 pp. En: http://csptilapianayarit.org/informacion/Generalidades_del_cultivo_de_Tilapia.pdf. Consultado Octubre 25 de 2012.

Timmons, M., J. Ebeling, F. Wheaton, S. Summerfelt and B. Vinci. 2002. Recirculating Aquaculture Systems. Northeastern Regional Aquaculture Center. E.U.A. 769 pp. Edición en español. Parada, G. y M. Hevia. 2002. Sistemas de Recirculación para la Acuicultura. Segunda Edición. Fundación Chile. Chile. http://www.fishbase.org/Diseases/DiseasesList.php?ID=2&StockCode=1. Consultado Julio 23 de 2013. http://www.fishbase.org/Introductions/IntroductionsList.php?ID=2&GenusName=Oreochro mis&SpeciesName=niloticus&fc=349&StockCode=1. Consultado Julio 23 de 2013