BUDOWA I ROZWÓJ JAJNIKÓW ORAZ CHORIOGENEZA I ULTRASTRUKTURA KAPSUŁ JAJOWYCH WIDELNIC (Insecta: Plecoptera)

Elżbieta Rościszewska

WYDAWNICTWO UNIWERSYTETU JAGIELLOŃSKIEGO Rozprawy Habilitacyjne Uniwersytetu Jagiellońskiego Nr 360

Publikacja finansowana przez Instytut Zoologii Uniwersytetu Jagiellońskiego

RECENZENT Janusz Kubrakiewicz

REDAKTOR Jerzy Hrycyk

ISBN 83-233-1679-1 ISSN 0239-782X

Wydawnictwo Uniwersytetu Jagiellońskiego Dystrybucja: ul. Bydgoska 19 C, 30-056 Kraków tel. (012) 638-77-83, 636-80-00 w. 2022, fax (012) 430-19-95, 636-80-00 w. 2023 tel. kom. 0604-414-568, e-mail: [email protected]. edu. pl http: //www. wuj. pl Konto: BPH PBK SA IV/O Kraków nr 10601389-320000478769 Spis treści

WPROWADZENIE ...... 9 I. Ogólna charakterystyka i klasyfikacja jajników owadzich...... 11 II. Oogeneza owadów...... 15 II. 1. Prewitelogeneza...... 15 II. 2. Witelogeneza...... 16 II. 3. Rozwój nabłonka folikulamego i choriogeneza...... 17 II. 4. Kapsuły jajowe owadów - warstwy, rejony...... 18 III. Charakterystyka widelnic...... 20 III. 1. Cechy pierwotne...... 20 III. 2. Środowisko życia...... 20 III. 3. Systematyka...... 21 IV. Historia badań widelnic...... 23

MATERIAŁY I METODY...... 25

WYNIKI I DYSKUSJA...... 29 I. Budowa żeńskiego układu rozrodczego widelnic...... 29 II. Budowa jajników dojrzałych samic...... 32 II. 1. Morfologia...... 32 II. 2. Budowa owarioli - cechy wspólne rzędu...... 32 II. 3. Budowa histologiczna owarioli...... 33 II. 4. Indywidualne cechy owariol widelnic z podrzędów: Arctoperlaria i Antarcto- perlaria...... 35 III. Budowa jajników larwalnych...... 36 III. 1. Cechy wspólne...... 36 III. 2. Cechy indywidualne...... 37 IV. Stadia wzrostu oocytów...... 39 IV. 1. Prewitelogeneza...... 39 IV. 2. Witelogeneza...... 40 V. Hermafrodytyzm szczątkowy; jajnik akcesoryczny u samców widelnic...... 42 6

VI. Synteza, sekrecja i formowanie osłon jajowych...... 44 VI. 1. Euholognatha...... 46 VI. 2. Systellognatha...... 47 VII. Ultrastruktura kapsuł jajowych...... 50 VII. 1. Euholognatha...... 50 VII. 2. Systellognatha...... 53 VIII. Budowa chemiczna i funkcje regionów kapsuł jajowych...... 59 IX. Różnorodność kapsuł jajowych widelnic i jej wykorzystanie w badaniach taksono micznych...... 61

PODSUMOWANIE I WNIOSKI...... 63

PIŚMIENNICTWO...... 65

STRESZCZENIE...... 73

ABSTRACT...... 75

OBJAŚNIENIA DO TABLIC...... 77

EXPLANATIONS OF PLATES...... 87 Monografia ta jest rozprawą habilitacyjną powstałą na podstawie wymienionych niżej prac oraz danych niepublikowanych

Rościszewska, E. (1989). Oogenesis of the stone fly Perla sp. (Insecta, Plecoptera). Morphology of adult female gonad. Zoologische Jahrbucher fur Anatomie, 118: 335-364. Rościszewska, E. (1991). Ultrastructural and histochemical studies of the egg capsules of Perla marginata and Dinocras cephalotes (Plecoptera, Perlidae) stone flies. In ternational Journal of Insect Morphology and Embryology, 20: 189-203. Rościszewska, E. (1995). Oogenesis of the stone flies. Development of follicular epi thelium and formation of the egg shell in ovaries of Perla marginata (Panzer) and Perla pallida (Guerin) (Plecoptera: Perlidae). International Journal of Insect Mor phology and Embryology, 23: 3-4. Rościszewska, E. ( 1996). Egg capsule structure of the stone fly Protonemura intricata (Ris, 1902) (Plecoptera: Nemouridae). Acta Biologica Cracoviensia, Series Zoolo- giae, 38: 41-48. Rościszewska, E. (1997). Morphology of the larval ovary of stone fly Perla marginata (Panzer) (Plecoptera: Perlidae). W: Proceedings of the International Congress on Ephemeroptera and Plecoptera. Lausanne, August 1995. P. Landoldt and M. Sartori (red): Ephemeroptera and Plecoptera. Biology-Ecology-Systematics. Mauron, Tin guely and Lachat, Fribourg: 343-348. Rościszewska, E., Soldàn, T. (1999). Morphology of accessory ovaries in adult males of Perla marginata (Plecoptera: Perlidae). European Journal of Entomology, 96: 45-51. Rościszewska, E. (2001). Structure of the ovaries in larvae and mature females of euholognathan stoneflies (Plecoptera). Acta Zoologica (Stockholm), 82: 307-314. Poprawa, 1., Baran, A., Rościszewska, E. (2002). Structure of ovaries and formation of egg envelopes in the stonefly, Leuctra autumnalis Aubert, 1948 (Plecoptera: Leuc- tridae). Ultrastructural studies. Folia biol., Kraków, 50: 29-38.

Prace te finansowane były z grantów: KBN PB 0507/P2/92/02 oraz DS/UJ/IZ/ZS. Mikroskop skaningowy, wykorzystany w niniejszych badaniach, zakupiony został w ramach programu SUB1N 94.

WPROWADZENIE

Widelnice są słabo poznanym rzędem owadów, uważanym do tej pory za jeden z najbardziej prymitywnych. Powyższa opinia została wydana na podstawie cech ze wnętrznych; w ostatnich latach okazało się, że istotnych informacji o poziomie roz woju ewolucyjnego i pokrewieństwach (filogenezy) owadów dostarczają badania struktury, funkcji i rozwoju jajników, które są jednymi z bardziej konserwatywnych (opornych na wpływy środowiska zewnętrznego) narządów wewnętrznych. Prezento wane niżej wyniki, dotyczące gonad żeńskich widelnic, stanowią część rezultatów, uzyskanych w ramach szerszego projektu badań filogenezy owadów w oparciu o bu dowę i funkcję jajników. Projekt ten został podjęty przez grupę badawczą w Zakładzie Zoologii Systematycznej i Zoogeografii Instytutu Zoologii UJ we współpracy z Insty tutem Zoologicznym Uniwersytetu Wrocławskiego. Niniejsze podsumowanie dotyczy opisu budowy i rozwoju jajników widelnic w oparciu o wyniki badań 26 gatunków, reprezentujących oba wyróżniane podrzędy Plecoptera: Arctoperlaria (Euholognatha + Systellognatha) oraz Antarctoperlaria. Szczególną uwagę poświęciłam omówieniu rezultatów badań porównawczych organi zacji kapsuł jajowych widelnic różnych środowisk.

I. OGÓLNA CHARAKTERYSTYKA I KLASYFIKACJA JAJNIKÓW OWADZICH

Jajniki (gonady żeńskie) są organami należącymi do żeńskiego układu rozrodczego, w których rozwijają się komórki linii płciowej (patrz dalej: oogeneza). Jajniki owadów są parzyste; w jamie ciała zajmują brzuszno-boczne położenie względem układu po karmowego. Należą do typu alimentamego, w którym komórki płciowe podczas ich rozwoju wspomagane są przez somatyczne komórki folikulame lub komórki odżyw cze. Ten typ jajników występuje u wielu innych zwierząt; nieliczne są przykłady jajni ków solitamych, w których nie występują komórki wspomagające, a oocyty czerpią potrzebne substancje z otaczających tkanek (Jura, 1983). Podstawową jednostką strukturalną jajnika owadziego jest rurka (cewka), zwana owariolą. Liczba cewek waha się znacznie, zależnie od grupy owadów; w skrajnych przypadkach od jednej (niektóre mszyce) do kilku tysięcy (termity). Owariole łączą się z jajowodami bocznymi; zależ nie od przestrzennego układu owarioli w stosunku do jajowodu najczęściej wyróżnia się jajniki: a) wiązkowe {ovaria fasciculata) - w których owariole zebrane w wiązkę wspólnie uchodzą do rozszerzonej, przedniej części jajowodu, zwanej kielichem jajo wodu, b) grzebieniaste (ovaría pectinata) - owariole ustawione wzdłuż jajowodu łączą się z nim kolejno oddzielnymi ujściami, oraz rzadziej spotykane jajniki c) graniaste {ovaria disticha, ovaria racemosd), różniące się od grzebieniastych tym, że owariole występują w skupieniach wokół jajowodu (Büning, 1994). Owariole jednego jajnika otacza wspólna osłona mezodermalna, zwana „osłonką jajnikową” (perytonealną), zaś poszczególne owariole objęte są dodatkową osłoną, składającą się z blaszki podstawnej (túnica propria), oraz osłonki owarialnej (osłonki zewnętrznej, túnica externa), zbudo wanej z mięśni i tchawek (przegląd: Büning, 1994). W owarioli można zazwyczaj wyróżnić kolejno: nić końcową (filament terminalny) - stanowiącą przedni koniec owarioli, germarium, witelarium i nóżkę owarialną (pedicel). Nici końcowe poszczególnych owariol, zbudowane z komórek somatycznych i włókien mięśniowych (Biliński i Szklarzewicz, 1992; Lupa i wsp., 1999), łączą się w więzadło - strukturę przytwierdzającą jajnik do płatów ciała tłuszczowego lub ścia ny ciała. Germarium - strefa twórcza owarioli zawiera ułożone w osi przednio-tylnej, według wieku, komórki płciowe: oogonia i oocyty wczesnomejotyczne oraz groma dzące się u podstawy germarium somatyczne komórki „prefolikulame”. Oocyty, wraz z komórkami prefolikulamymi, kolejno przesuwają się do witelarium. Komórki prefo likulame w wyniku podziałów mitotycznych mnożą się intensywnie i stopniowo ota czają poszczególne oocyty ciągłym, jednowarstwowym nabłonkiem. W tym stadium komórki nabłonka określane są jako pęcherzykowe (folikulame), gdyż wraz z oocytem 12 tworzą tzw. pęcherzyk jajnikowy (przegląd: Biliński i Klag, 1994). W pęcherzykach układających się liniowo w owarioli zachodzą procesy: prewitelogenezy - w którym wzrastające oocyty gromadzą informację rozwojową i niezbędne organele, a następnie witelogenezy, tj. odkładania materiałów zapasowych w oocytach, oraz choriogenezy, czyli odkładania na zewnątrz błony komórkowej oocytu (oolemy) osłon jajowych. Nóżka owarialna jest elementem somatycznym owarioli, łączącym owariolę z jajowo dem bocznym. Zwykle nóżka owarialna jest wyposażona w mięśnie, które w trakcie owulacji uczestniczą w wyciskaniu oocytów z owarioli do światła jajowodu.

Klasyfikacja jajników

Jajniki owadów są w szczegółach budowy zróżnicowane. Brandt (1874) zapropo nował (powszechnie obecnie akceptowaną) klasyfikację jajników na 2 typy: panoistyczny i meroistyczny. Podstawą powyższego podziału jest odpowiednio: brak lub obecność tzw. komórek odżywczych. Owariola typu panoistycznego (gr. pan - wszystko, oon - jajo) to ta, w której ger manach wszystkie komórki gonialne po serii kompletnych podziałów mitotycznych stają się oocytami. Taki typ jajnika charakterystyczny jest dla owadów z rzędów uzna wanych za prymitywne, np.: niektóre widłogonki (Diplura), szczeciogonki = przerzutki (Microcoryphia) + rybiki (Zygentoma), ważki (Odonata), widelnice (Plecoptera), pro- stoskrzydłe (Orthoptera), straszyki (Phasmida), karaczany (Blattodea), termity (Isopte- ra) (King i Biining, 1985; Buning, 1994, 1996, 1998; Biliński, 1998). W owariolach meroistycznych (gr. meros - część, oon - jajo), w germanach, za chodzą serie zazwyczaj synchronicznych podziałów mitotycznych specyficznych oo- gonii, zwanych cystoblastami. Podziały te kończą się niekompletnymi cytokinezami, co prowadzi do wytworzenia tzw. mostków międzykomórkowych (cytoplazmatycznych), utrzymujących łączność pomiędzy komórkami utworzonego grona (klonu). Komórki grona zwane są cystocytami (przegląd: Buning, 1994; Kubrakiewicz, 1998; Szklarzewicz, 1999). W dalszym rozwoju grona tylko jedna lub kilka komórek w jego obrębie staje się definitywnie oocytem/oocytami, zaś pozostałe cystocyty różnicują się w komórki odżywcze (trofocyty), z których nigdy nie powstają gamety. Trofocyty, których jądra komórkowe podlegają poliploidyzacji, specjalizują się w syntezach RNA, przekazywanych następnie poprzez mostki międzykomórkowe do oocytu gromadzące go substancje zapasowe na potrzeby przyszłego zarodka. Rozwój owarioli meroistycznej może postępować w dwu kierunkach, co prowadzi do wytworzenia owarioli meroistycznej typu politroficznego lub telotroficznego. W pierwszym przypadku tylko jedna komórka grona staje się oocytem. Oocyt wraz z siostrzanymi komórkami odżywczymi i somatycznymi (prefolikulamymi) przesuwa się do witelarium, gdzie wymienione komórki tworzą funkcjonalny kompleks, zwany komorą jajową (typ pęcherzyka jajnikowego, wyposażonego w trofocyty). W drugim przypadku kilka komórek grona różnicuje się w oocyty, które wraz z komórkami pre folikulamymi przesuwają się do witelarium, gdzie wspólnie tworzą pęcherzyki jajni 13

kowe. Trofocyty zaś pozostają na terenie germarium, tworząc syncycjalny twór - ko morę odżywczą (troficzną), zwaną też trofarium. Owariola meroistyczna typu telotroficznego (akrotroficznego) to ta, w której oocyty połączone są z trofocytami za pośred nictwem tzw. sznurów odżywczych, uważanych za zmodyfikowane mostki cytoplazmatyczne (przegląd: Książkiewicz-Kapralska, 1992; Biining, 1994; Szklarzewicz, 1999). Obecnie uważa się, że jajniki meroistyczne, które występują u owadów uskrzydlo nych z przeobrażeniem zupełnym (holometabola) oraz u niektórych owadów bezskrzy- dłych, są zaawansowane ewolucyjnie i rozwinęły się z jajnika panoistycznego (prze gląd: Biining, 1994). Jajniki meroistyczne politroficzne występują w wielu rzędach owadów uskrzydlo nych, takich jak: chrząszcze drapieżne (Coleoptera, Adephaga), motyle (Lepidoptera), chruściki (Trichoptera), sieciarki (Neuroptera), błonkówki (Hymenoptera) (przegląd: King i Biining, 1985; Biining, 1994; Biliński, 1998) oraz u owadów bezskrzydłych (Entognatha) z rzędów skoczogonek (Collembola) (Krzysztofowicz, 1971; Jura, 1972) i niektórych widłogonek (Diplura: Campodeina) (Biliński, 1979, 1993, 1994). Należy dodać, że jajniki wymienionych Entognatha nie są zbudowane z owariol, lecz wy kształcone są w postaci wydłużonych worków (przegląd: Biliński, 1994), a grona cy- stocytów układają się w nierozgałęzione łańcuchy (przegląd: Biliński, 1994; Kubra- kiewicz, 1998). Na podstawie odrębności budowy i rozwoju jajników politroficznych Entognatha uważa się, iż powstały one niezależnie od jajników politroficznych owa dów uskrzydlonych (Biining, 1994; Biliński, 1998). Ostatnio przyjmuje się, że jajniki telotroficzne są ewolucyjnie najbardziej zaawansowane (Stys i Biliński, 1990; Biining, 1993, 1994, 1998; Biliński, 1998). Na podstawie wielu badań wiadomo, że owariole telotroficzne powstały z owariol politroficznych i w rozwoju filogenetycznym owadów pojawiły się niezależnie, trzykrotnie: 1) u wielbłądek (Raphidioptera) i wielkoskrzy- dłych (Megaloptera) z rodziny Sialidae; 2) u chrząszczy wielożemych (Coleoptera, Polyphaga) oraz, według najnowszych danych, u niektórych chrząszczy z grupy My- xophaga występuje jajnik telotroficzny typu „Sialis” (Biining i Maddison, 1998); 3) u pluskwiaków (Hemiptera) (przegląd: Biining, 1994; Biliński, 1998; Szklarzewicz, 1999). Ponadto, inny typ jajnika telotroficznego został opisany przez Gottankę i Bii- ninga (1993) u jętek z rodzaju Cloeon. Jajnik telotroficzny wspomnianych jętek, uwa żany wcześniej za panoistyczny, rozwinął się prawdopodobnie wprost z jajnika pano istycznego (Gottanka i Biining, 1993; Biining, 1994). W germanach panoistycznych jajników widelnic, w rozwoju larwalnym, zachodzą procesy typowe dla jajnika meroistycznego: powstają grona komórek płciowych (Got tanka i Biining, 1990; Rościszewska, 1997, 200la). Jednakże, w późniejszych stadiach oogenezy, komórki każdego z gron oddzielają się od siebie, a następnie każda komórka byłego grona (oocyt) indywidualnie podlega dalszemu rozwojowi. Gottanka i Biining (1990) stwierdzili, że „widelnice uczyniły pierwszy krok w kierunku wykształcenia jajnika meroistycznego”, jednak ze względu na dalszy rozwój gonada żeńska Plecopte- ra zaliczana jest do typu panoistycznego. W ostatniej dekadzie wyjaśniono ponadto obecność panoistycznego typu jajnika u niektórych przedstawicieli owadów ewolucyj nie zaawansowanych (z przeobrażeniem zupełnym), które cechuje jajnik meroistyczny. Do tej grupy owadów zaliczamy: przylżeńce (Thysanoptera) (Pritsch i Biining, 1989; Tsutsumi i wsp., 1995), wielkoskrzydłe (Megaloptera) z rodziny Corydalidae (Matsu- zaki i wsp., 1985), wojsiłki (Mecoptera) z rodzin Boreidae i Nannochoristidae (Biliński i Biining, 1998; Biliński i wsp., 1998; Simiczyjew, 2000), chrząszcze (Coleoptera: 14

Myxophaga) (Biining, 2000), pchły (Siphonaptera) z nadrodziny Pulicoidea (Biining i Sohst, 1988). Jajnik panoistyczny wymienionych owadów, jak się powszechnie uwa ża, pojawił się wtórnie w wyniku redukcji komórek odżywczych jajnika meroistycznego i obecnie określany jest jako neopanoistyczny (Śtys i Biliński, 1990; Biining, 1994, 1998; Biliński, 1994, 1998). Wśród Entognatha jajnik Protura, badany szczegółowo przez Klaga i Bilińskiego (1984), obecnie zaliczany jest również do typu neopano- istycznego (Śtys i Biliński, 1990; przegląd: Biliński, 1994). II. OOGENEZA OWADÓW

Oogeneza jest procesem rozpoczynającym się w rozwoju przedzarodkowym, gdy diploidalne (2n) komórki prapłciowe (bipotencjalne) po wniknięciu do zawiązków jajników stają się komórkami płciowymi linii żeńskiej, zwanymi oogoniami. W jajni kach oogonia mnożą się dzięki podziałom mitotycznym, a po ich zakończeniu w oogo- niach rozpoczyna się profaza mejozy i odtąd, w zależności od typu jajnika, wszystkie komórki płciowe żeńskie albo ich część stają się tzw. oocytami I rzędu. W germariach można wyróżnić oogonia oraz oocyty I rzędu, których jądra komórkowe podlegają kolejnym stadiom profazy mejotycznej: leptotenu, zygotenu, pachytenu, diplotenu. Pod koniec ostatniego z wymienionych stadiów, zwanego diktiotenem, następuje zatrzyma nie procesu mejozy. Oocyty przesuwają się z germarium do witelarium i wówczas zachodzi większość etapów oogenezy (prewitelogeneza, witelogeneza, choriogeneza). Szczegółowe informacje, dotyczące procesu dojrzewania oocytu, w niniejszym opra cowaniu zostaną pominięte. Znajdujące się w owarioli owadów oocyty I rzędu, w skomplikowanych procesach prewitelogenezy i witelogenezy, gromadzą informację rozwojową, niezbędne organele oraz substancje zapasowe, a następnie w procesie choriogenezy otaczane są osłonami (kapsułami) jajowymi (przegląd: Margaritis, 1985), co zapewnia zarodkom tych jajo- rodnych zwierząt prawidłowy i bezpieczny rozwój.

II. 1. Prewitelogeneza

Pojęcie „prewitelogeneza” oznacza fazę rozwoju pęcherzyka jajnikowego oraz pro ces zachodzący w oocytach (przegląd: King i Biining, 1985; Kaulenas, 1992; Biliński, 1994; Biining, 1994). Podczas prewitelogenezy odbywa się stopniowy wzrost objętości cytoplazmy oocytu (ooplazmy). Wzrost ten odbywa się dzięki syntezie cytoplazmy podstawowej oraz organeli komórkowych: mitochondriów, cystern siateczki śródpla- zmatycznej gładkiej i szorstkiej, diktiosomów oraz dużych ilości rybosomów. Tak więc, przygotowywane jest podłoże dla syntez zachodzących w witelogenezie i pod czas rozwoju zarodkowego. W okresie prewitelogenezy zachodzą intensywne syntezy rozmaitych typów kwasu rybonukleinowego (RNA). 16

Masowa produkcja RNA realizowana jest, zależnie od typu jajnika, przy udziale komórek odżywczych (jajniki meroistyczne) lub samego jądra oocytu (jajnik panoistyczny). W omawianym stadium oocyt wytwarza liczne mikrokosmki, co prowadzi do zwiększenia jego powierzchni, a także pojawiają się pęcherzyki mikropinocytotyczne. W wyniku powyższych zmian oocyt przygotowany jest do masowego wchłaniania zawartych w hemolimfie prekursorów żółtka. Równocześnie tworzą się specyficzne połączenia międzykomórkowe - tzw. połączenia szczelinowe (ang. heterocellular gap junctions), umożliwiające wymianę informacji pomiędzy oocytem i nabłonkiem folikulamym. Połączenia szczelinowe występują również pomiędzy komórkami nabłonka folikulamego, co w konsekwencji prowadzi do synchronizacji rozwoju wszystkich komórek pęcherzyka jajnikowego (Biliński, 1987; przegląd: Kaulenas, 1992).

II. 2. Witelogeneza

Termin „witelogeneza” oznacza proces syntezy i gromadzenia białek żółtka; uży wany jest też jako określenie stadium rozwoju pęcherzyka jajnikowego (oocytu), w którym gromadzone jest żółtko oraz inne substancje zapasowe dla potrzeb przyszłe go zarodka, takie jak lipidy i węglowodany (głównie glikogen). Często, proces ten odbywa się szybko i może wyrażać się gwałtownym wzrostem objętości oocytu. Naj częściej, oocyt „terminalny”, tj. znajdujący się najbliżej jajowodu, wyróżnia się inten sywnością omawianego procesu. W ciele owada synteza prekursora żółtka, zwanego witelogeniną (glikolipoproteina, masa cz. ok. 500 kD, 2 podjednostki po ok. 180 kD i dwie po ok. 42 kD), zwykle ma miejsce poza oocytem (heterosynteza), zazwyczaj nawet poza gonadą - w ciele tłuszczowym, skąd uwalniany jest do hemolimfy i stąd pobierany przez jajnik (Kunkel i Nordin, 1985; Kaulenas, 1992); rzadziej (Holometa- bola: muchówki, motyle, chrząszcze) synteza witelogenin odbywa się na terenie jajnika - w komórkach folikulamych (przegląd: Kaulenas 1992). Wchłanianie egzogennych witelogenin przez oocyty odbywa się na drodze endocytozy. Autosynteza - pierwotna forma syntezy witelogenin, zachodząca wewnątrz oocytu, przy udziale jego organeli: siateczki śródplazmatycznej szorstkiej i komplek sów Golgiego - opisana została wśród owadów bezskrzydłych (Entognatha) u Protura (pierwogonków) (Biliński, 1977) oraz, w postaci mieszanej z heterosyntezą, u Diplura (widłogonków) (Biliński, 1979), Collembola (skoczogonków) (Biliński, 1976) i Thy- sanura (szczeciogonków) (Bitsch i Palevody, 1980). U tych ostatnich jednak materiał uważany za autosyntetyczne żółtko jest gromadzony do budowy osłon jajowych, a żółtko powstaje wyłącznie na drodze heterosyntezy (Szklarzewicz, 1987, 1989). Wy niki prezentowanych niżej wstępnych badań witelogenezy widelnic sugerują, że u nie których gatunków, we wczesnej fazie tego procesu, występuje autosynteza. 17

II. 3. Rozwój nabłonka folikularnego i choriogeneza

Osłony (kapsuły) jajowe owadów są wytwarzane przez nabłonek folikularny, a za tem, według powszechnie akceptowanej klasyfikacji Ludwiga (1874), są drugorzędo- we. Niekiedy, zewnętrzne warstwy kapsuł są wytworem gruczołów dodatkowych żeń skiego układu rozrodczego lub komórek jajowodów (trzeciorzędowe) (Gaino i Mazzini, 1990b; przegląd: Kaulenas, 1992), a tylko wyjątkowo u pierwotnych owa dów bezskrzydłych (Hexapoda: Entognatha), zgodnie z powyższą klasyfikacją, niektó re osłony są pierwszorzędowe, to znaczy że są wydzielane przez komórki jajowe (Bi liński, 1993; Krzysztofowicz i Kisiel, 1986, 1989; Kisiel i wsp., 1994). Rozwój nabłonka folikularnego pozostaje pod kontrolą hormonalną (Chen i Wyatt, 1981; Koeppe i wsp., 1985; Postlethwait i Giorgi, 1985; Wyatt, 1991) i jest skorelowa ny ze stadium rozwoju oocytu, któremu towarzyszy (przegląd: Kaulenas, 1992). Koor dynację rozwoju i funkcjonowania wszystkich komórek pęcherzyka jajnikowego umożliwiają specyficzne międzykomórkowe połączenia szczelinowe. Rozwojowi na błonka folikularnego towarzyszą m.in. zmiany kształtów komórek folikulamych, wzrost ich objętości, zwiększenie liczby organeli, wzrost powierzchni kontaktu z oocytem, a także obecność lub brak specyficznych połączeń międzykomórkowych, takich jak wspomniane wyżej połączenia szczelinowe czy też połączenia przegrodowe (ang. septate junctions). Występowanie tych ostatnich zapewnia adhezję komórek na błonka folikularnego, zapobiegając przedwczesnemu przenikaniu witelogenin do po wierzchni oocytu. W prewitelogenezie łuskowate komórki folikularne, płasko rozciągnięte na wzra stającym oocycie, wykazują aktywność mitotyczną, co prowadzi do wzrostu ich liczby. Powierzchnie szczytowe (apikalne) omawianych komórek, tj. skierowane do oocytu, przylegają do oolemy. Cytoplazma komórek folikulamych zawiera nieliczne organele. Pod koniec tego stadium oocyt wytwarza mikrokosmki, a komórki nabłonka folikular nego zwiększają swoją objętość, zmieniając równocześnie kształty na sześcienne. Api kalne części komórek folikulamych tworzą krótkie wypustki, które wraz z mikrokosmkami oocytu zajmują powstającą niewielką przestrzeń perioocytamą. W początkowym okresie witelogenezy komórki folikularne, które nadal zwiększają swą objętość, stają się cylindryczne, ich cytoplazma gromadzi organele sekrecyjne. W omawianym stadium wzrastają wypustki cytoplazmatyczne komórek nabłonkowych i przeplatają się z dobrze rozwiniętymi, licznymi mikrokosmkami oocytu. Pomiędzy mikrokosmkami gromadzi się wydzielany przez komórki folikularne materiał prekur- sorowy osłon jajowych. W stadium zaawansowanej witelogenezy gwałtownie wzrasta objętość komórek nabłonka folikularnego, gromadzących liczne organele sekrecyjne. W jądrach komórek folikulamych pojawiają się liczne jąderka. Komórki są aktywne w syntezie i sekrecji prekursorów osłon jajowych, które nadal gromadzą się pomiędzy mikrokosmkami oocytu i tworzą pierwszą warstwę kapsuły jajowej, tzw. osłonę żółt kową. Równocześnie połączenia międzykomórkowe nabłonka folikularnego ulegają dezintegracji, wytwarzają się szerokie przestrzenie międzykomórkowe (stadium patency), ułatwiające dopływ egzogennych witelogenin, a następnie masowe wchłanianie tych substancji przez oocyt. W konsekwencji, następuje znaczny wzrost objętości oocytu. Pod koniec witelogenezy wytwarzany jest chorion, który ogranicza ostatecznie 18

możliwość dalszego wzrostu oocytu; grubość i struktura wewnętrzna warstw chorionu, a także ornamentacja jego zewnętrznej powierzchni są specyficzne gatunkowo. Cho- rion osłaniany jest zazwyczaj dodatkową warstwą ochronną, zwaną ekstrachorionem, który może mieć różną genezę; wytwarzają go komórki jajowodu, gruczoły dodatkowe czy też, jak u widelnic, komórki folikulame. Warstwy kapsuły jajowej odkładane są kolejno przez apozycję, poczynając od warstwy najbliższej oocytu, albo nie zachowują wspomnianej kolejności, czy też niektóre ich składniki są uzupełniane w różnym czasie (Regier i wsp., 1982; Margaritis, 1985). Komórki rozwijającego się nabłonka folikulamego ulegają zróżnicowaniu (dywer syfikacji) na morfologicznie i funkcjonalnie odrębne zespoły (subpopulacje), odpowie dzialne za wytworzenie wyspecjalizowanych części (strukur) kapsuły (Margaritis, 1985; Biliński i Jankowska, 1987; Ogorzałek, 1987; Rościszewska, 1995). Proces dy wersyfikacji komórek folikulamych został dobrze poznany u Drosophila melanogaster. U tego owada występuje ponad 10 subpopulacji komórek nabłonka folikulamego (Margaritis, 1985).

II. 4. Kapsuły jajowe owadów - warstwy, rejony

Jaja prawie wszystkich zwierząt (z wyjątkiem gąbek, niektórych parzydełkowców) składane są w osłonach jajowych, zapewniających zarodkom optymalne warunki roz woju. Osłony wchodzą w skład skomplikowanych tworów, zwanych kapsułami jajo wymi. Budowa kapsuł jajowych niektórych owadów, ich geneza i podstawowe funkcje są już dość dobrze poznane (przegląd: Margaritis, 1985), ale intensywne badania po szczególnych gatunków trwają nadal ze względu na ogromną różnorodność tej grupy zwierząt i ich zdolności przystosowawcze do zróżnicowanych środowisk. Kapsuły jajowe owadów pełnią wiele funkcji, tj.: ochronną - chronią jajo/zarodek przed uraza mi mechanicznymi i naturalnymi wrogami, a także przed przegrzaniem i wysychaniem; zapewniają sprawną wymianę gazową pomiędzy zarodkiem i otoczeniem; umożliwiają zapłodnienie; ułatwiają wylęg, a niekiedy po wylęgu larwy stanowią dla niej źródło pokarmu. W tym świetle zrozumiała jest skomplikowana budowa (zewnętrzna, we wnętrzna, molekularna) kapsuł jajowych. Do wyjątków należą owady stosujące od mienne od wspomnianej strategie ochrony jaj, np. czerwce (pasożyty roślin), których zarodki ukryte w cienkich osłonach, prostej budowy są dodatkowo chronione w inny sposób (Vogelgesang i Szklarzewicz, 2001). Kapsuły jajowe owadów są z reguły wielowarstwowe i regionalnie zróżnicowane (przegląd: Margaritis, 1985; Margaritis i Mazzini, 1998). W kapsule jajowej można zazwyczaj wyróżnić następujące wyspecjalizowane funkcjonalnie rejony: a) wieczko i linię wylęgu, wzdłuż której osłony są cieńsze; jest to miejsce, w którym następuje oddzielenie wieczka, co ułatwia larwie opuszczanie osłony podczas wylęgu, b) mikropyle (aparat mikropylamy); przez otwory, a następnie kanały mikropylame wnikają plemniki, c) hydropyle - obszar służący do pobierania wody z otoczenia, d) aeropyle będące obszarem wzmożonej wymiany gazowej. W kapsułach niektórych owadów 19

(ektopasożyty, np. wszoły, wszy, a także owady rozwijające się w wodzie) można po nadto wyróżnić rejony struktur czepnych (Biliński i Jankowska, 1987; Rościszewska, 1987, 1991a, 1996a; Zawadzka i wsp., 1997). Kapsuły jajowe owadów wykazują bu dowę warstwową. Najbliżej oolemy znajduje się osłona żółtkowa, dalej chorion, zwy kle zbudowany z 2 głównych warstw: wewnętrznej (endochorion) i zewnętrznej (egzochorion), oraz ekstrachorion. Każda z warstw, szczególnie chorion, może mieć mniej lub bardziej złożoną budowę, zależnie od gatunku owada i presji środowiska, np. endo chorion muszki owocowej jest nieprzepuszczalny dla wody (płynów), co zabezpiecza zarodek przed wysychaniem, a także chroni go przed uszkodzeniem przez sok owocu, do którego składane są jaja; egzochorion motyli charakteryzuje się wyrostkami, które zapobiegają ścisłemu przyleganiu jaj w złożu i w konsekwencji ograniczeniu ich po wierzchni oddechowej; zewnętrzna warstwa chorionu owadów rozwijających się w wodzie, np. jętek, ważek, widelnic, wyposażona jest w struktury czepne i warstwy adhezyjne (Gaino i Mazzini, 1987, 1988, 1989; Gaino i wsp., 1989; Rościszewska, 1987, 1991a, b, 1996a, b; Andrew i Tembhare, 1992; Gaino i Bongiovanni, 1992a, b, 1993; Kłonowska-Olejnik, 1997; Poprawa i wsp., 2002; niniejsze wyniki). Należy dodać, że kapsuły jajowe wijów (Kubrakiewicz, 1991), jak również owadów uważa nych za pierwotne (Entognatha) są prostej budowy; składają się z nielicznych warstw, np. u Protura i Collembola tylko z dwu (Biliński i Klag, 1977; Larink i Biliński, 1989; Krzysztofowicz i Kisiel, 1989; Jura i Krzysztofowicz, 1992), i są niezróżnicowane regionalnie. III. CHARAKTERYSTYKA WIDELNIC

III. 1. Cechy pierwotne

Widelnice są starą grupą owadów; kopalne szczątki znane są z dolnego permu (258-263 min lat) (przegląd: Hennig, 1981; Sinitschenkova, 1997; Zwick, 2000). Na leży wspomnieć, że dane paleontologiczne są fragmentaryczne ze względu na wypłu kiwanie, przemieszczanie i niszczenie szczątków tych zwierząt przez wody, w których żyły. Szkielet tych owadów jest stosunkowo miękki i delikatny, tak więc najlepiej za chowały się zwykle skrzydła, często jako jedyne pozostałości. Brakuje danych na temat związków filogenetycznych z innymi rzędami owadów (Zwick, 2000). Wiele pierwot nych (plezjomorficznych) cech morfologicznych i anatomicznych świadczy, że są jed nymi z najbardziej prymitywnych owadów wśród Neoptera. Do powyższych cech na leżą m.in.: gryzący typ aparatu gębowego, pierwotne, siatkowane użytkowanie skrzy deł. Ponadto w grupie Antarctoperlaria (Eustheniidae), która szczególnie wyróżnia się licznymi cechami plezjomorficznymi, występują skrzelotchawki odwłokowe homolo giczne z odnóżami odwłokowymi, a do pierwotnych cech męskiego układu rozrodcze go zaliczyć można obecność parzystych otworów płciowych, parzystego penisa oraz metamerię budowy jąder. U samców wszystkich widelnic odnotowano brak gruczołu dodatkowego, podobnie jak w układzie rozrodczym innych pierwotnych owadów, np.: szczeciogonków, ważek, jętek czy skorków (przegląd: Zwick, 1973, 2000; Kaulenas, 1992). W żeńskim układzie rozrodczym widelnic stwierdzono jajnik pierwotnie panoistyczny.

III. 2. Środowisko życia

Widelnice są owadami dwu środowisk: wodnego i lądowego, przy czym prawie całe życie spędzają w wodzie (przeciętnie od 1 roku do 3 lat), a na lądzie - krótki (kil kutygodniowy) okres rozrodczy. Rozwój zarodkowy i larwalny zachodzi w chłodnych, bieżących, dobrze natlenionych wodach górskich strumieni, potoków, rzek, źródeł, rzadko natomiast w wodach stojących czy też w okresowo zamarzających albo prze 21 grzewanych lub też wysychających zbiornikach (Harper i wsp., 1993; Brittain, 1997; Nelson, 1996, 1997; Stewart i wsp., 1990, 2001). Po kopulacji samice kierują się do miejsc w których rozpoczął się ich rozwój, np. w górę strumienia, i tam składają pa kiety licznych jaj. Owipozycja odbywa się w różny sposób, np. pakiet jaj zrzucany jest do wody podczas lotu z powietrza albo gdy samica zanurza w wodzie koniec odwłoka. Niekiedy samica nurkuje do dna zbiornika, gdzie przyczepia jaja, np. do kamienia, żwiru czy piasku. Po kilku tygodniach rozwoju zarodkowego, odbywającego się we wnątrz kapsuł jajowych, młode osobniki opuszczają to bezpieczne schronienie i rozpo czynają rozwój larwalny, wędrując z biegiem strumienia.

III. 3. Systematyka

Widelnice (Plecoptera) są grupą monofiletyczną (Hennig, 1981; Zwick, 2000); ze względu na miejsce pochodzenia i występowania taksonomowie wyróżniają wśród Plecoptera 2 podrzędy: Arctoperlaria oraz Antarctoperlaria. Do Arctoperlaria zaliczane są 2 grupy: Euholognatha i Systellognatha, każda z nich liczy po 6 rodzin. Podrząd Antarctoperlaria obejmuje 4 rodziny (patrz: kladogram Plecoptera). Uważa się, że pęk nięcie jednolitego prakontynentu Pangea (era mezozoiczna, jura) i jego rozdzielenie się na dwa superkontynenty: północny - Laurazja i południowy - Gondwana (obecnie: Ameryka Płd., Afryka, Indie, Australia, N. Zelandia, płd.-wsch. Azja) mogło być przy czyną oddzielenia i niezależnej ewolucji dwóch wymienionych głównych gałęzi Ple coptera (Hennig, 1981; Zwick, 2000). Arctoperlaria wywodzą się z półkuli północnej i zasiedlają ją; Antarctoperlaria za mieszkują półkulę południową (z której także pochodzą). Wyjątkowo, na półkuli połu dniowej spotyka się gatunki zaliczane do Arctoperlaria. Są nimi przedstawiciele rodzin Perlidae (Systellognatha) i Notonemouridae (Euholognatha) (Zwick, 2000). Perlidae występujące na półkuli południowej to: 1) Neoperla (Perlinae) - Afryka-tropik oraz 2) dwa plemiona z podrodziny Acroneuriinae: Acroneuriini i Anacroneuriini - Ameryka Południowa. Miejsca występowania Notonemouridae na półkuli południowej to: Afry ka, Madagaskar, Australia, Nowa Zelandia, Nowa Gwinea, Nowa Kaledonia. Zwick (2000) rozpatruje tę grupę jako parafiletyczny gradotakson, którego oddzielne linie pochodzą z niezależnych pni, wywodzących się prawdopodobnie z półkuli północnej, z której zawędrowały różnymi drogami, w różnym czasie. Arctoperlaria to grupa monofiletyczną, o czym świadczy złożony zespół cech zwią zany z odnajdywaniem partnera w okresie godowym (ang. drumming) (Zwick, 2000). Zachowanie to znane jest wyłącznie u widelnic z wyjątkiem rodziny Scopuridae. Jak już wspomniano, wśród Arctoperlaria wyróżnia się 2 grupy (siostrzane): Euholognatha i Systellognatha. Pierwsze charakteryzują na ogół drobne rozmiary ciała i krótki (rocz ny) cykl życiowy; przedstawiciele drugiej grupy często osiągają kilka centymetrów długości (ich larwy są jaskrawo ubarwione), a przeciętna długość cyklu życiowego wynosi 3 lata(Kis, 1974; Zwick, 1973). 22

Spośród rodzin Euholognatha za najpierwotniejszą uważa się Scopuridae, która wy stępuje jedynie w Japonii i Korei (widelnice całkowicie bezskrzydłe). W europejskiej faunie zaś najbardziej pierwotną rodziną tej grupy jest Taeniopterygidae, a najmłod szymi Capniidae i Leuctridae (Capniidae wyróżniają się krótkimi skrzydłami lub ich brakiem oraz jajożyworodnością związaną z brakiem spermateki; plemniki tych owa dów magazynowane są w jajowodach, gdzie następuje zapłodnienie jaj i rozpoczyna się rozwój zarodkowy [Zwick, 1973, 2000]). Taeniopterygidae oraz Leuctridae zostały uwzględnione w niniejszym opracowaniu. U Systellognatha, wśród sześciu wyróżnianych w tej grupie rodzin, najbardziej ewolucyjnie zaawansowane są trzy z nich, siostrzane: Perlodidae, Perlidae i Chloro- perlidae. Jak wspomniano, Perlidae wykraczają zasięgiem poza półkulę północną i występują w Ameryce Południowej (Ekwador, Peru, Brazylia, Boliwia, Chile) (Zwick, 2000). Ultrastruktura kapsuł jajowych kilku gatunków południowoamerykań skich zostanie przedstawiona poniżej (Wyniki). Szczegółowe badania rozwoju jajnika, choriogenezy i organizacji kapsuł jajowych dotyczą rodzin: Perlidae i Perlodidae.

Rye. 1. Kladogram współczesnych Plecoptera, wg Zwick (2000) Fig. 1. Cladogram of extant Plecoptera according to Zwick (2000) IV. HISTORIA BADAŃ WIDELNIC

Według Zwicka (2000), pierwszym historycznie doniesieniem na temat Plecoptera jest, nieopatrzona żadnymi komentarzami, ilustracja dojrzałej widelnicy z rodzaju Perlodes, będąca elementem kolorowej tablicy Hoefnagela (1592), przedstawiającej skład fauny i flory europejskiej. Pierwszy przegląd literatury dotyczącej widelnic opra cował Pictet w 1841 r., a następny dopiero w 1980 przedstawił Zwick. Nazwę Plecoptera zaproponował Burmeister (1839), a Pictet (1841) w światowym spisie wyróżnił ponad 100 gatunków reprezentujących ten rząd. Obecnie znanych jest około 2000 gatunków rozprzestrzenionych na wszystkich kontynentach z wyjątkiem Antarktydy. W najnowszej monografii Zwick (2000) przedstawił kladogram widelnic. Dotychczas większość badań Plecoptera dotyczyła ekologii i systematyki rzędu. Obec nie coraz częściej ukazują się wyniki badań morfologii kapsuł jajowych, stosowane jako pomocnicze w taksonomii. Ostatnio zaczynają pojawiać się dane z dziedziny ge netyki molekularnej (Thomas i wsp., 2000), wykorzystywane w poznawaniu filogene zy. Wnioski o filogenezie owadów wyprowadza się coraz częściej z badań budowy i funkcji ich jajników (przegląd: Śtys i Biliński, 1990). Wśród tych ostatnich znajdują się wciąż jeszcze nieliczne badania widelnic (Gottanka i Biining, 1990; Rościszewska, 1989, 1995, 1997, 200la). Analizowane w niniejszym opracowaniu wyniki przedstawiają po raz pierwszy szczegółowo budowę ultrastrukturalną jajników widelnic w 3 stadiach larwalnych oraz postaci dorosłych (reprezentujących 6 rodzin z różnych grup systematycznych i za mieszkujących zróżnicowane środowiska obu półkul świata) oraz zachodzące w nich podstawowe procesy oogenezy. Szczególną uwagę zwrócono na choriogenezę, czyli syntezę, wydzielanie (sekrecję) i formowanie osłon (kapsuł) jajowych. Przeprowadzo no również badania porównawcze budowy kapsuł jajowych widelnic 2 grup wyróżnia nych w podrzędzie Arctoperlaria: Euholognatha i Systellognatha. Wymienione grupy zamieszkują odmienne środowiska, różnią się cyklem życiowym, budową morfolo giczną i biologią. W powyższych badaniach uwzględniono przedstawicieli Perlidae (Systellognatha), zamieszkujących półkulę południową. W ilustracjach zamieszczonych w niniejszej rozprawie wykorzystano zarówno zdjęcia oryginalne, jak również wcześniej publikowane. W tym drugim przypadku pochodzenie ilustracji zostało zaznaczone w opisie.

MATERIAŁY I METODY

Przedmiotem badań były kapsuły jajowe oraz jajniki larw w trzech stadiach roz woju, jak również dojrzałych płciowo samic widelnic z różnych grup, a także jajnik akcesoryczny (dodatkowy, szczątkowy), występujący w męskim układzie rozrodczym niektórych gatunków. Owady użyte do badań nie pochodziły z hodowli, nie było więc możliwe określenie kolejnych stadiów rozwoju larwalnego. Stadia rozwoju jajników (owarioli) larwalnych określono zatem symbolami: A, B i C (wg: Rościszewska, 1995). Owariola w stadium A to ta, w której wszystkie oocyty w witelarium znajdują się w stadium prewitelogenezy. W owarioli w stadium B w oocytach terminalnych (najstarszych) rozpoczyna się proces witelogenezy. W owarioli C oocyty terminalne, będące w zaawansowanej witelogenezie, podlegają kolejnym stadiom choriogenezy lub wspomniane procesy zo stały w nich ukończone. U widelnic z grupy Systellognatha (patrz dalej), których roz wój larwalny trwa przeciętnie 3 lata, jajniki A, B i C występują odpowiednio u osobni ków: jedno-, dwu- i trzyletnich. Jajniki w stadium C morfologicznie odpowiadają go nadom dojrzałych płciowo samic. Badania dotyczyły 26 gatunków reprezentujących oba wyróżniane podrzędy widel nic: Arctoperlaria i Antarctoperlaria. Wśród Arctoperlaria przebadano przedstawicieli 6 rodzin należących do obu zaliczanych tu grup: Euholognatha oraz Systellognatha. W badaniach uwzględniono również Perlidae półkuli południowej (Ekwador, Boliwia). Spośród Antarctoperlaria badano samice z rodziny Eustheniidae występujące w Au stralii. Listę gatunków owadów użytych w niniejszych badaniach zamieszczono w końco wej części powyższego rozdziału.

Badania w mikroskopie świetlnym i elektronowym

Jaja izolowano z pakietów, które, zanim zostaną złożone do wody, pozostają przy klejone na końcu odwłoka widelnicy, lub preparowano z jajowodów dojrzałych płcio wo samic oraz najstarszych larw. Jajniki w różnych stadiach rozwoju i jaja preparowa no i utrwalano w odpowiednich do danej techniki badawczej płynach utrwalających. 26

Obserwacje w mikroskopie kontrastowo-fazowym

Materiał: owariole i jaja umieszczano w płynie Hoyle’a dla owadów i fotografowa no w mikroskopie świetlnym kontrastowo-fazowym Peraval Interphaco Carl Zeiss Jena oraz preparowano i utrwalano w 4% roztworze formaldehydu w O,1M buforze fosfora nowym (pH=7,4) i fotografowano w mikroskopie świetlnym Jenalumar (Zeiss, Jena) w kontraście interferencyjnym Nomarskiego.

Obserwacje w mikroskopach: świetlnym i elektronowych - transmisyjnym i skaningowym

Materiał preparowano i utrwalano wstępnie w 2,5% roztworze aldehydu glutarowe- go w O,1M buforze fosforanowym, pH=7,4 przez kilka tygodni (minimum 24 h), a następnie, po 3-krotnym wypłukaniu w powyższym buforze z dodatkiem sacharozy (5,8 g/100 ml), utrwalano ostatecznie (postfiksowano) w 1% roztworze czterotlenku osmu (OsO4) w wyżej wymienionym buforze bez sacharozy, w ciągu 1,5 h. Utrwalone próbki przemywano 4-krotnie wodą bieżącą, odwadniano w serii alkoholi (etanol) i acetonie i zatapiano w żywicy epoksydowej Epon 812 (Fullam, Latham, USA). Skrawki półcienkie (1 pm) barwiono 1% roztworem błękitu metylenowego w 1% bo raksie i fotografowano w mikroskopie świetlnym Jenalumar (Zeiss, Jena). Skrawki ultracienkie, wykonane przy użyciu ultramikrotomu Tesla BS 490 A, kontrastowano octanem uranylu i cytrynianem ołowiu i fotografowano w mikroskopie elektronowym transmisyjnym (TEM) Tesla BS 500, JEM 100 SX i Philips 300 przy napięciu przy spieszającym 60 kV. Próbki do badań w mikroskopie elektronowym skaningowym (SEM), utrwalone i odwodnione jak do TEM, poddawano następnie suszeniu w punk cie krytycznym CO2, napylano złotem i fotografowano przy użyciu SEM JEOL JSM- 5410 przy napięciu 25 kV. Jajniki Eustheniidae preparowano z larw i dojrzałych osobników zakonserwowa nych w 70% etanolu, a następnie odwadniano i zatapiano w żywicy akrylowej Histo- kryl (London Resin Company Ltd. Berkshire RG7 4YG England). Skrawki półcienkie barwiono i fotografowano jak skrawki półcienkie eponowe (patrz wyżej).

Wykrywanie białek, polisacharydów i lipidów

Półcienkie skrawki eponowe (1,5 pm) barwiono odpowiednio: błękitem bromofe- nolowym (BPB), metodą PAS oraz Sudanem czarnym B, zgodnie z powszechnie sto sowanymi technikami (Litwin, 1985). 27

Spis gatunków widelnic użytych w niniejszych badaniach

PODRZĄD: Arctoperlaria GRUPA: Euholognatha RODZINA: Taeniopterygidae: Brachyptera risi (Gorce, Karpaty) Nemouridae: Protonemura intricata (Wetlina, Bieszczady), P. praecox, P. auberti (Góry Stoło we, Sudety), Nemoura obtusa (Pireneje Atlantyckie, Francja) Leuctridae: Leuctra autumnalis, L. sp. (Wetlina, Bieszczady), L. nigra (Góry Stołowe, Sudety) GRUPA: Systellognatha RODZINA: Perlidae: Perla marginata, P. bipunctata, P. pallida, Dinocras cephalotes (Wetlina, Biesz czady) Perlidae Ameryki Płd. (Ekwador): Anacroneuria ohausiana, A. cotacachi, A. sp. 2, A. sp. 3; (Boliwia): A. sp. 4 Perlodidae: Périodes microcephalus, Isoperla grammatica, I. rivulorum (Bieszczady), P. microcephalus, I. goertzi, I. grammatica (Pireneje Atlantyckie, Francja)

PODRZĄD: Antarctoperlaria RODZINA: Eustheniidae (Australia): Thaumatoperlaflaveola (S. Buller CK, Mt. Bulles) T. sp., T. alpina (Falls Creek, CK, Mt. McKay)

WYNIKI I DYSKUSJA

I. BUDOWA ŻEŃSKIEGO UKŁADU ROZRODCZEGO WIDELNIC

Żeński układ rozrodczy widelnic składa się z parzystych jajników, jajowodów bocznych, łączących się w jajowód wspólny (Ryc. 2) i komory płciowej, uchodzącej na zewnątrz otworem płciowym, zlokalizowanym po stronie brzusznej VIII (niekiedy VII - Taeniopterygidae) segmentu odwłoka. Zazwyczaj z jajowodem wspólnym/komorą płciową połączona jest obszerna spermateka. Gruczołów dodatkowych na ogół brak. Wstępne badania wskazują, że w układzie rozrodczym samic Thaumatoperla flane óla (Antarctoperlaria, Eustheniidae) otwory płciowe są parzyste (dane nieopublikowane). Warto w tym miejscu dodać, że u samców wspomnianego gatunku występują: parzysty penis i parzyste otwory płciowe (Zwick, 1973, 2000). Wymienione cechy (parzyste otwory płciowe), uważane u owadów za pierwotne, należą do rzadkości; opisane zostały u jętek (zaliczanych przez taksonomów do Paleoptera) oraz nielicznych Neoptera, takich jak skorki, niektóre motyle (Matsuda, 1976). Otwór płciowy żeński widelnic przykryty jest zwykle od zewnątrz tzw. płytką sub- genitalną, będącą fałdem kutikulamym VII stemitu odwłoka. Płytka subgenitalna nie występuje u Taeniopterygidae (Arctoperlaria, Euholognatha). W okresie rozrodczym w owariolach sukcesywnie wzrastają kolejne generacje oocytów. Najstarsze z nich, tzw. terminalne, wypełnione żółtkiem i otoczone osłonami jajowymi, owulowane są do jajowodów bocznych. W owariolach oocyty ułożone są w sposób uporządkowany, tj. biegun przedni każdego z nich zwrócony jest w stronę germarium, zaś biegun tylny oocytu zwrócony jest w stronę jajowodu. W jajowodach natomiast oocyty ułożone są bezładnie. Komórki ścienne jajowodów bocznych mają charakter wydzielniczy (Tabl. I: 4). U badanych do tej pory przedstawicieli obu grup Arctoperlaria wydzielina dróg wyprowadzających nie tworzy dodatkowych warstw kapsuł jajowych (Rościszewska, 1991a, 1995; Poprawa i wsp., 2002), lecz przypusz czalnie ułatwia przesuwanie jaj wzdłuż gonoduktów. Ponadto, ze względu na brak gruczołów dodatkowych w żeńskim układzie rozrodczym większości widelnic (prze gląd: Zwick, 1973) wydzielina jajowodów może ułatwiać zapłodnienie, rozpuszczając substancje zamykające otwór mikropylamy oraz indukując reakcję akrosomową w plemniku znajdującym się wewnątrz kanału mikropylamego. Taką właśnie funkcję pełnią enzymy hydrolityczne, które m.in. wydzielane są przez gruczoły dodatkowe, 30 występujące u innych owadów (przegląd: Kaulenas, 1992; Biining, 1994). Zapłodnione jaja wydostają się z dróg rodnych na zewnątrz, a ich miejsce w jajowodzie zajmuje następna porcja oocytów. U wielu gatunków jajowód wspólny ulega znacznemu roz ciągnięciu przez gromadzące się w nim jaja i wówczas nosi nazwę „macica”. Niektóre gatunki, np. Brachyptera risi (Arctoperlaria), Thaumatoperla flaveola (Antarctoperla- ria), gromadzą jaja w znacznie rozszerzonych jajowodach bocznych, które wyposażone są w mięśnie (Tabl. 1: 1,2, 3) umożliwiające skurcze gonoduktów, co ułatwia przesu wanie jaj w kierunku otworu płciowego. Samice T. flaveola składają do 1000 jaj naraz (Hinton, 1981). Wiele gatunków widelnic gromadzi gotowe do zapłodnienia jaja już w ostatnim stadium larwalnym, aby wkrótce po wylocie przystąpić do kopulacji. Jed nakże, jajniki niektórych gatunków dojrzewają dopiero po wyjściu samicy na ląd i w tych przypadkach kopulacja jest opóźniona (Jop i Szczytko, 1984; Hanada i wsp., 1992; Yoshimura, 1999, 2001). W macicy formowany jest pakiet jaj, których układ może być przypadkowy lub uporządkowany.

Ryc. 2. Schemat budowy żeńskiego układu rozrodczego dojrzałej płciowo widelnicy Perła sp. (wg Rości- szewska, 1989, zmienione). CO - jajowód wspólny; LO - jajowód boczny; Ov - owariola; S - spermateka Fig. 2. A diagram of reproductive system in mature Perla sp. female (from Rościszewska, 1989, modified). CO - common oviduct; LO - lateral oviduct; Ov - oviariole; S - spermatheca 31

Przed złożeniem do wody pakiet sklejonych jaj widelnic przyczepiony jest do brzusznej strony odwłoka samicy, gdzie jest on podtrzymywany i częściowo osłaniany płytką subgenitalną. Główną jednak ochronę przed niekorzystnymi wpływami środo wiska zewnętrznego, takimi jak mała wilgotność, wysokie temperatury, stanowią wy specjalizowane osłony (kapsuły) jajowe. Miejsca i sposoby składania jaj zostały omó wione we Wprowadzeniu (III. 2). Niezależnie od sposobu owipozycji, poszczególne jaja uwolnione z pakietu (wskutek rozpuszczenia w wodzie substancji sklejającej je) zakotwiczają się przy dnie zbiornika wodnego, za pomocą warstw lub struktur czepnych kapsuł jajowych (Kis, 1974; Zwick, 1973; Hinton, 1981; Kishimoto i Ando, 1985; Stark i Szczytko, 1988a; Rościszewska 1989, 199la, b, 1996b). Do wyjątków należą widelnice składające jaja na lądzie, np. na skalistych brzegach potoków itp.; wówczas samice wyposażone są we wtórnie wykształcone pokładełka o różnej budo wie, np. tropikalne gatunki z rodziny Notonemouridae (Zwick, 2000). II. BUDOWA JAJNIKÓW DOJRZAŁYCH SAMIC

II. 1. Morfologia

Jajniki widelnic zaliczane są do typu grzebieniastego. U dojrzałych samic, jak rów nież u najstarszych larw rozciągają się wzdłuż przewodu pokarmowego, wypełniając przestrzenie wewnątrz odwłoka, często także tułowia; np. jajnik wymienionego wcze śniej australijskiego gatunku T. flaveola (Antarctoperlaria) zajmuje 11 segmentów ciała, od drugiego tułowiowego do dziewiątego odwłokowego (Rościszewska, nieopublikowane). Każdy z pary jajników Plecoptera zbudowany jest z licznych (przeciętnie kilkudziesięciu) owariol (Ryc. 2; Tabl. I: 2, 3; IV: 1), które ustawione są okółkowo wzdłuż jajowodów bocznych. Z tymi ostatnimi owariole łączą się indywidualnie za pośrednictwem umięśnionych, dobrze wyodrębnionych nóżek owarialnych (pediceli) (Ryc. 3; Tabl. II: 4). Przednie końce jajowodów bocznych, prawego i lewego, zrośnięte są po stronie grzbietowej owada, ponad jelitem, wskutek czego jajniki wraz z odpo wiadającymi im jajowodami przyjmują charakterystyczny kształt podkowy (Ryc. 2). W tyle ciała, po stronie brzusznej zwierzęcia, jajowody boczne łączą się typowo w jajowód wspólny (Ryc. 2). Wyżej opisane połączenie przednich końców jajowodów (jajników) jest cechą wyjątkową dla owadów, a nawet dla stawonogów, gdyż wystę puje tylko u widelnic oraz niektórych wijów, np. u Scolopendra (Klapalek, 1896). Brak zrośnięcia przednich końców jajników widelnic występuje wyłącznie w 2 rodzinach tego rzędu: Capniidae i Leuctridae (Euholognatha) (Zwick, 1973). Należy wspomnieć, że zrośnięcie gonad lub jego brak dotyczy również męskiego układu rozrodczego; tak więc w rodzinach: Capniidae i Leuctridae jądra, podobnie jak jajniki, pozostąją roz dzielone (Zwick, 1973; Matsuda, 1976).

II. 2. Budowa owarioli - cechy wspólne rzędu

Po rozerwaniu przez rozrastający się jajnik komórkowej osłony zewnętrznej (pery- tonealnej) każda owariola otoczona jest jedynie blaszką podstawną - bezkomórkową osłoną (tunica propria) (Ryc. 3; Tabl. II: 1, 2, 3). Tunica propria pełni kilka ważnych 33 funkcji, np.: 1) osłania mechanicznie i stabilizuje wydłużającą się owariolę, 2) pełni funkcję sita molekularnego, wybiórczo pobierającego z hemolimfy potrzebne składni ki, 3) jest także sitem fizycznym (przegląd: Biining, 1994). Owariolę wielu owadów otoczone są również komórkową osłoną (túnica externa), zbudowaną z mięśni i tchawek (przegląd: Biining, 1994). Biining (1994), opisując jaj nik widelnicy Nemoura sp., wykazał przy użyciu mikroskopu skaningowego obecność túnica extema na powierzchni jajowodu bocznego oraz brak powyższej osłony na owariolach. Zdaniem Biininga, túnica externa ześlizguje się z owariol w trakcie ich wzra stania i „osiada” na powierzchni jajowodów. Wokół owariol przebadanych ostatnio dojrzałych samic kilku rodzajów widelnic, np.: Brachyptera, Protonemura, Leuctra, Perla, Thaumatoperla, reprezentujących różne rodziny z obu podrzędów Plecoptera (Arctoperlaria i Antarctoperlaria), również nie zaobserwowano túnica externa; jedyną osłonąjest blaszka podstawna (Tabl. II: 1,2, 3, 4; III: 1,2, 3, 4). Pomiędzy owariolami występują jednak liczne tchawki (Tabl. I: 2, 3), a stosunkowo długie nóżki owarialne otoczone są mięśniami. Ponadto, nabłonek ścian jajowodów bocznych niektórych ga tunków, np.: Brachyptera risi i Thaumatoperla flaveola, objęty jest mięśniami (Tabl. I: 1, 3). Znaczenie tych dobrze rozwiniętych mięśni, obejmujących pedicele i jajowody boczne, dla owulacji i owipozycji jest oczywiste. Ponadto, wydaje się, że skurcze wy żej wymienionych mięśni widelnic mogą usprawniać wentylację jajników oraz trans port substancji odżywczych z hemolimfy do oocytów. Analogiczne znaczenie przypi suje się pulsowaniu gonad, wywołanemu skurczami umięśnionych osłon jajnikowych niektórych owadów (przegląd: Biining, 1994). Owariolę dojrzałych samic wszystkich omawianych w niniejszym opracowaniu gatunków Arctoperlaria, jak i Antarctoperlaria są pozbawione nici końcowych, nie są zatem zakotwiczone w ścianie ciała, lecz sterczą wokół masywnych jajowodów bocznych (Ryc. 2; Tabl. 1: 2, 3). Wśród pozostałych owadów podobny brak nici końcowych obserwowano u czerwców (Hemiptera, Coccí nea) i chrząszczy z rodziny ryjkowcowatych (Curculionidae). U wymienionych owa dów brak filamentu terminalnego wynika z odmiennego przebiegu rozwoju owarioli, która rozwija się nie wewnątrz zawiązka gonady, lecz powstaje wskutek uwypuklania się grona cystocytów z zawiązka gonady do jamy ciała (Szklarzewicz, 1999; Świątek, 1999). Biining (1994) w monografii poświęconej ultrastrukturze i ewolucji jajnika owadziego w podobny sposób tłumaczy brak filamentu terminalnego w owarioli wi delnic. U tych ostatnich jednak, jak wykazały badania ultrastrukturalne jajników larwalnych widelnic z grupy Euholognatha, filamenty terminalne początkowo wystę pują (Rościszewska, 2001a) (Tabl. III: 1, 3), lecz w czasie rozwoju owarioli dochodzi do utraty powyższych struktur.

II. 3. Budowa histologiczna owarioli

Owariolę widelnic są typu panoistycznego (Tabl. II: 1,2, 3; Ryc. 3). W każdej owa rioli można wyróżnić germarium i witelarium. Podstawą powyższego rozróżnienia jest zróżnicowany obraz morfologiczny komórek w obu wymienionych strefach. Germa- 34

rium zajęte jest przez komórki płciowe oraz somatyczne komórki prefolikulame. U form dojrzałych strefa twórcza owarioli funkcjonuje lub ulega degeneracji. W witelarium ułożone liniowo pęcherzyki jajnikowe zawierają oocyty w kolejnych stadiach rozwoju: prewitelogenezy (w sąsiedztwie germarium) i witelogenezy (Tabl. II: 1, 2). Oocyt terminalny to oocyt w końcowych stadiach witelogenezy oraz w jednym z kolej nych etapów choriogenezy (Tabl. II: 2, 3). Należy podkreślić, że synteza prekursorów osłon jajowych rozpoczyna się w jajnikach widelnic we wczesnych stadiach oogenezy, tj. niekiedy nawet już w prewitelogenezie (Tabl. II: 2; XIII: 1,2) (patrz niżej: II. 4).

Ryc. 3. Schemat budowy owarioli dojrzalej płciowo widelnicy (wg Rościszewska, 1989). A-D - kolejne stadia rozwoju oocytu w witelarium, oocyt D w stadium „patency”. DG - degenerujące germarium; F - komórka folikulama; I - komórka interfolikulama; L - kropla lipidowa; N - jądro oocytu; P - pedicel; T - tunica propria (= osłonka owarialna); Y - kula żółtka Fig. 3. Schematic diagram of stonefly ovariole in mature female (from Rościszewska, 1989). A-D - the consecutive stages of oocyte development in the vitellarium, the oocyte (D) in the “patency” stage; DG - degenerating germarium; F - follicular cell; I - interfollicular cell; L - lipid droplet; N - oocyte nucleus; P - pedicel; T - tunica propria; Y - yolk sphere 35

II. 4. Indywidualne cechy owariol widelnic z podrzędów: Arctoperlaria i Antarctoperlaria

Arctoperlaria

Owariole widelnic z dwu grup zaliczanych do Arctoperlaria (Euholognatha i Systellognatha) wykazują znaczne różnice budowy; dotyczą one: 1) długości owariol. U przedstawicieli Euholognatha są one znacznie dłuższe, a ich witelaria zawierają więcej oocytów (przeciętnie ok. 20), podczas gdy u Systellognatha kilka (3-5) (Tabl. 1:3; II: 1,3); 2) okresu funkcjonowania germariów - u dojrzałych samic Systellognatha germaria są już zdegenerowane (Rościszewska, 1989), czego nie zaobserwowano u Euhologna tha (Rościszewska, 200la); 3) stadium oogenezy w którym rozpoczyna się wydzielanie osłon jajowych. Jak wynika z ultrastrukturalnych badań oogenezy (Rościszewska, 200la; Poprawa i wsp., 2002), proces choriogenezy u Leuctra autumnalis (Euholognatha) rozpoczyna się już w prewitelogenezie (Tabl. XIII: 1). U Systellognatha choriogeneza rozpoczyna się w średnio zaawansowanej witelogenezie; 4) miejsca syntezy prekursorów osłon jajowych. Na podstawie analizy elektrono- gramów zasugerowany został udział oocytu L. autumnalis (Euholognatha) w sekrecji osłony żółtkowej (Tabl. XIII: 3) (Poprawa i wsp., 2002). U przedstawicieli Systello gnatha udziału oocytu w syntezie prekursorów osłon jajowych nie odnotowano.

Antarctoperlaria

Owariole Thaumatoperla flaveola i T. alpina (Eustheniidae) są liczne i długie. Zjajowodami bocznymi łączą się za pośrednictwem dobrze wyodrębnionych pediceli (Tabl. II: 4). Masywne jajowody boczne o silnie sfałdowanych ścianach wzmocnione są otoczką mięśni (Tabl. I: 1,2, 3). Germaria nie były dotąd analizowane. Budowa witelariów jest typowa dla owarioli panoistycznej. Najbardziej zbliżoną do wyżej opi sanej budowy jajników i jajowodów wśród Arctoperlaria wykazuje gatunek Brachypte- rarisi z pierwotnej rodziny Taeniopoterygidae (Tabl. I: 3). Samice obu wymienionych rodzin w grubych jajowodach bocznych gromadzą liczne jaja. III. BUDOWA JAJNIKÓW LARWALNYCH

Szczegółowej analizie porównawczej poddano jajniki najmłodszych larw Perlą marginata i Leuctra sp., reprezentujących obie grupy Arctoperlaria (Rościszewska, 1997, 200la).

III. 1. Cechy wspólne

U obu analizowanych gatunków jajnik otoczony jest wspólną osłoną jajnikową (pe- ritonealną), a ponadto każda owariola osłonięta jest blaszką podstawną (tunica propria) (Tabl. III: 1; IV: 1; Ryc. 4: A, B). Każda owariola zbudowana jest z germarium wypeł nionego licznymi komórkami płciowymi i pojedynczymi komórkami prefolikulamymi oraz krótkiego witelarium. Pomiędzy owariolami występują tchawki (Tabl. IV: 1). Owariole objęte osłoną peritonealną układają się równolegle do siebie (jajnik grzebie niasty), jednak pedicele ustawione są okółkowo wzdłuż jajowodów bocznych (Tabl. IV: 1). W trakcie wzrostu jajnika wspomniana wyżej osłona jajnikowa ulega rozerwa niu, a owariole układają się okółkowo. 37

Rye. 4. Schemat planu budowy żeńskiego układu rozrodczego 1-rocznej larwy Perla sp. (4A); schemat budowy owarioli ww. larwy (4B) (wg Rościszewska, 1997). F - komórka folikulama; Ge - germarium; LO -jajowód boczny; MO - jajowód środkowy (= jajowód wspólny); N - jądro oocytu; O - oocyt; P - pedicel; V - witelarium; grot - osłonka jajnikowa (=peritonealna); podwójny grot - komórka somatyczna; gwiazdka - strefa pośrednia owarioli; podwójna strzałka - oogonium; strzałka - osłonka owarialna (tunica propria) Fig. 4. The diagrammatic representation of the reproductive system of the 1-year old Perla sp. female larva (4A) and the diagram of a single ovariole (4B) (from Rościszewska, 1997). F - follicular cell; Ge - ger marium; LO - lateral oviduct; MO - common oviduct; N - the oocyte nucleus; O - oocyte; P - pedicel; V - vitellarium; arrowhead - peritoneal sheet; double arrowhead - a somatic cell; asterisk - the intermediate zone in the ovarioles double arrow - oogonium; arrow - tunica propria

III. 2. Cechy indywidualne

Euholognatha: Leuctra sp.

Jajowody boczne jajników larwalnych są rozdzielone na prawy i lewy - nie są więc charakterystycznie zrośnięte w części przedniej jak u pozostałych Plecoptera. Każda owariola larwalna Leuctra zaopatrzona jest w krótką nić końcową, zbudowaną z około 38

7 komórek somatycznych kształtu soczewkowatego, ułożonych w stos (Tabl. III: 1, 3) (Rościszewska, 200la). Jak uprzednio wspomniano, w owarioli osobników dojrzałych filament terminalny nie występuje. Wydaje się więc, że powyższa struktura w owariolach omawianych widelnic występuje przejściowo i wraz z rozrastaniem się jajnika krótkie i delikatne nici końcowe ulegają zniszczeniu wskutek odrywania się ich od sznurów ciała tłuszczowego. Germarium wypełniają komórki płciowe (oogonia/oocyty), połączone mostkami cytoplazmatycznymi (Tabl. III: 2) w oddzielne grona cystocytów (Gottanka i Buning, 1990; Rościszewska, 200la), oraz komórki somatyczne - prefolikulame. Wokół każ dego jądra oocytu, które zawiera duże, kuliste jąderko, widoczny jest polimorficzny materiał chmurkowy, tzw. „nuage” („N-l, N-2, N-3”) (Tabl. III: 2, 4). N-l występuje w postaci elektronowo-przejrzystej ciągłej otoczki (warstwy), wypełnionej regularnie rozmieszczonymi licznymi elektronowo-gęstymi ziarnami. N-2 tworzy skupienia drob noziarnistego materiału elektronowo-gęstego, występujące na terenie N-l. N-3 ma kształt kulistej chmury ziarnistego materiału elektronowo-gęstego (Tabl. III: 2). N-3 obserwowano w bezpośrednim sąsiedztwie N-l lub w pobliżu oolemy. Nie przeprowa dzano analizy składu chemicznego obserwowanych typów materiału „nuage”. W cytoplazmie występują skupienia organeli: liczne mitochondria zgromadzone wokół diktiosomów i wakuoli zawierających materiał elektronowo-gęsty (Tabl. III: 2). Wspomniane skupienia organeli obserwowano zarówno w pobliżu jądra oocytu, sąsia dujące z materiałem chmurkowym N-2, lub w głębi ooplazmy.

Systellognatha: Perla marginata, P. pallida, P. bipunctata, Dinocras cephalotes

Począwszy od najmłodszych spośród badanych stadiów larwalnych (1-rocznych larw), obserwowano charakterystyczne dla większości widelnic zrośnięcie przednich części jajowodów bocznych (Rye. 4A). Germaria wypełniają komórki płciowe: oogonia, oocyty w różnych stadiach profazy mejozy oraz komórki somatyczne (prefolikulame) (Tabl. IV: 1). Te ostatnie zlokalizo wane są na peryferiach germarium oraz pomiędzy oocytami w podstawowej części tej strefy owarioli. Niekiedy 1-2 komórek somatycznych obserwowano na szczycie ger marium. Oogonia występują w szczytowej części germarium, zaś u podstawy tej strefy owa rioli gromadzą się oocyty I rzędu w stadium profazy I podziału mejotycznego, zawie rające biwalenty (Tabl. IV: 1). W bazalnej części germarium oocytom towarzyszą so matyczne komórki prefolikulame. Komórki płciowe na terenie germarium (niekiedy w górnej strefie witelarium) połączone są mostkami cytoplazmatycznymi (Tabl. IV: 2, 3). W przedniej części witelarium wzrastające oocyty otoczone są płaskimi komórkami folikulamymi; posiadają one duże, pęcherzykowate jądra, zawierające zdespiralizowa- ną chromatynę (stadium diplotenu) i duże jąderko (Tabl. IV: 1; V: 1). Rejon okołoją- drowy zawiera liczne organele (mitochondria, diktiosomy). Cytoplazma oocytów ter minalnych zawiera liczne mitochondria oraz skupienia elektronowo-nieprzejrzystych, kulistych struktur, występujących w sąsiedztwie diktiosomów (Tabl. IV: 1; V: 2; por. VI: 3). IV. STADIA WZROSTU OOCYTÓW

IV. 1. Prewitelogeneza

Systellognatha

U Perla marginata w stadium tym znajdują się wszystkie oocyty 1-rocznych i 2- letnich larw (Tabl. IV: 1; VII: 1) (z wyjątkiem oocytów terminalnych) oraz oocyty górnej strefy witelarium owarioli najstarszych larw (3-letnich) i dojrzałych samic. W oocytach prewitelogenicznych pęcherzykowate jądro komórkowe zawiera zdespira- lizowaną chromatynę oraz duże jąderko złożone z licznych, elektronowo-gęstych pła tów. W osłonce jądrowej obserwowano liczne pory. W ooplazmie bogatej w rybosomy występują liczne mitochondria, diktiosomy, elementy szorstkiej siateczki śródplazma- tycznej (Tabl. V: 1). W oocytach terminalnych larw 1-rocznych w kontakcie z diktiosomami występują elektronowo-nieprzejrzyste struktury sferyczne (Tabl. V: 2, por. Tabl. VI: 3). W oocytach prewitelogenicznych dojrzałych osobników wzrasta liczba organeli cytoplazmatycznych.

Euholognatha

U gatunków z rodzaju Leuctra stadium prewitelogenezy obserwowano w jajnikach larwalnych oraz u dojrzałych samic w górnej strefie owarioli. W oocytach prewitelo genicznych Leuctra autumnalis wokół pęcherzyka zarodkowego występuje „nuage” w3 odmiennych morfologicznie postaciach (N-l, N-2, N-3) (Tabl. III: 2, 4). W cen trum prewitelogenicznych oocytów dojrzałych samic występuje pęcherzykowate jądro komórkowe, zawierające duże jąderko. W cytoplazmie okołojądrowej stwierdzono materiał „nuage” odpowiadający morfologicznie N-l i N-2 oocytów larwalnych tego gatunku. W ooplazmie występują pojedyncze skupienia organeli komórkowych. Peri- plazma zawiera liczne, drobne pęcherzyki szorstkiej siateczki śródplazmatycznej. 40

IV. 2. Witelogeneza

Proces gromadzenia żółtka w oocytach owadów był badany wielokrotnie i kom pleksowo (przegląd: Postlethwait i Giorgi, 1985; Szklarzewicz, 1994). Na podstawie uzyskanych wyników można m.in. prześledzić kolejne fazy ewolucji tego procesu od autosyntezy (Protura) do heterosyntezy (Insecta s. strictó) (podsumowanie). Witeloge neza mieszana występuje u Diplura i Collembola (Biliński, 1976, 1977, 1979). Witelo- genezę mieszaną z przewagą heterosyntezy opisano u przerzutkowatych (Machilidae) (Bitsch, 1980; Postlethwait i Giorgi, 1985; Szklarzewicz, 1989). Ze względu na liczne cechy pierwotne Plecoptera interesujące wydawało się zbadanie, który z wymienio nych sposobów syntezy żółtka występuje u tych owadów.

Euholognatha: Leuctra autumnalis

W centralnej cytoplazmie oocytów wczesnowitelogenicznych obserwowano kuliste, elektronowo-gęste ciała w kontakcie z diktiosomami, a także nieliczne cysterny szorst kiej siateczki śródplazmatycznej (Rościszewska, nieopublikowane). Sposób powsta wania opisanych ciał (przy udziale organeli własnych oocytu) sugeruje, że są one ku lami autosyntetycznego żółtka. Równocześnie, w cytoplazmie obwodowej obserwowa no pęcherzyki zawierające ziarna elektronowo-gęste (Tabl. XIII: 2). Ziarna te nie są związane z tworzeniem żółtka, lecz są, jak się wydaje, prekursorami materiału osłon jajowych (Poprawa i wsp., 2002). Analiza elektronogramów dotyczących zaawansowanej witelogenezy sugeruje, że w powyższym stadium u L. autumnalis żółtko tworzy się w typowym dla owadów s. stricto procesie heterosyntezy. W tej fazie rozwoju pęcherzyka jajnikowego badane go gatunku nabłonek folikularny podlega procesowi udrożnienia (ang. patency), a po nadto, pomiędzy oocytem i nabłonkiem folikulamym, pojawia się szeroka przestrzeń. Równocześnie obserwowano liczne mikrokosmki oocytu oraz pęcherzyki mikropinocytotyczne. W cytoplazmie obserwowano liczne kule żółtka i krople tłuszczu. Na pod stawie powyższego opisu wydaje się, że w jajniku Leuctra autumnalis zachodzi mie szany typ syntezy żółtka.

Systellognatha.* Perla marginata

U tego gatunku pierwsze kule żółtka pojawiają się w kontakcie z elementami szorstkiej siateczki śródplazmatycznej i diktiosomami. Takie zgrupowanie organeli obserwowano w oocytach terminalnych 1-rocznych larw, przed wytworzeniem mikro- kosmków i pęcherzyków mikropinocytotycznych (Tabl. V: 2). W tym miejscu należy dodać, że w podobny sposób powstaje żółtko w oocytach jajnika akcesorycznego doj 41 rzałych płciowo samców Perla marginata (Rościszewska i Soldán, 1979). Na podsta wie powyższych obserwacji wydaje się, że oocyty (u samic, jak i u samców) wymie nionego gatunku wyposażone są w autonomiczny, niezależny od kontroli hormonalnej, program, kierujący początkową fazą witelogenezy, prowadzący do krótkotrwałej autosyntezy żółtka. Następnie, w jajnikach starszych larw (2- i 3-letnich), jak również doj rzałych płciowo samic witelogeneza odbywa się na drodze typowej dla owadów - endocytozy egzogennych witelogenin (heterosyntezy) (Tabl. VIII: 2, 3; X: 1). Tak więc, u widelnic systellognatycznych, podobnie jak u euholognatycznych, występuje mie szany typ witelogenezy. Wśród Hexapoda mieszany typ witelogenezy występuje jedynie u Entognatha (przegląd: Biliński, 1994). U Plecoptera zatem sposób syntezy żółtka jest plezjomor- ficzny. V. HERMAFRODYTYZM SZCZĄTKOWY; JAJNIK AKCESORYCZNY U SAMCÓW WIDELNIC

Owady należą do zwierząt rozdzielnopłciowych o wyraźnie zaznaczonym dimorfi- zmie płciowym. Jednak u niektórych widelnic stwierdzono szczątkową formę herma- frodytyzmu (Schoenemund, 1912; Junker, 1923); w układzie rozrodczym samców kilku gatunków z rodziny Perlidae stwierdzono jajnik dodatkowy (akcesoryczny, szczątkowy). Ostatnio, Rościszewska i Soldan (1999) przedstawili jego ultrastrukturę. Autorzy powyżzego doniesienia zwrócili uwagę na istnienie w oocytach u samców Perlą marginata wewnętrznego programu, inicjującego proces witelogenezy. W niniej szej publikacji, na podstawie wyników cytowanych badań oraz doniesienia na temat wczesnej oogenezy w jajnikach u samic tego samego gatunku (Rościszewska, 1997), dyskutowana jest początkowa faza witelogenezy P. marginata. Jajniki akcesoryczne obserwowano u samców zarówno dojrzałych płciowo, jak i w stadiach larwalnych kilku gatunków Perlidae (Systellognatha): Perlą marginata, P. pallida, P. burmeisteriana, Dinocras cephalotes (Rościszewska i Soldan, 1999). Jajniki zlokalizowane są w przedniej, zrośniętej części układu rozrodczego (Tabl. VI: 1) . Pęcherzykowate, parzyste jądra położone są po bokach przewodu pokarmowego. Morfologicznie, jajnik samca podobny jest do jajnika dojrzałej samicy. Owariole w jajniku męskim są jednakże znacznie krótsze. Budowa histologiczna owarioli obu płci jest zbliżona. W germanach samców często obserwowano degenerujące komórki płciowe i somatyczne, pozostałe oocyty rozwijają się prawidłowo; obrazy morfolo giczne ich jąder są charakterystyczne dla profazy mejozy; tworzą się kompleksy sy- naptonemalne (Rościszewska i Soldan, 1999). Towarzyszące oocytom komórki soma tyczne (prefolikulame, folikularne) wykazują nietypową budowę. Różnią się one mię dzy sobą wielkością, nie wytwarzają jednolitego nabłonka folikulamego i nietypowo barwią się przy użyciu standardowych metod, np. błękitem metylenowym (Tabl. VI: 2) . Oocyty w witelariach samców są morfologicznie podobne do oocytów rozwijają cych się w jajnikach samic. Nigdy jednak w owariolach samców nie obserwowano oocytów starszych niż wczesnowitelogeniczne i nigdy na ich powierzchni nie dochodzi do odkładania osłon jajowych. W okresie prewitelogenezy jądra oocytów samców zawierają dobrze rozwinięte jaderka, charakterystyczne dla stadium masowej produkcji RNA. Osłonka jądrowa posiada liczne pory. W ooplazmie przyjądrowej występują kuliste skupienia materiału chmurkowego „nuage” (Rościszewska i Soldan, 1999). W cytoplazmie oocytu obserwowano liczne diktiosomy. Na początku witelogenezy w ooplazmie widoczne są elementy szorstkiej siateczki śródplazmatycznej, mitochondria i liczne diktiosomy, w pobliżu których pojawiają się 43 elektronowo-gęste, kuliste struktury (Tabl. VI: 3). Substancje powstające przy udziale organeli własnych oocytu: siateczki szorstkiej i diktiosomów powszechnie uważane są za endogenne żółtko. Pochodzenie żółtka w oocytach u samców można uznać za endo genne również z tego powodu, że u owadów w ciele tłuszczowym samców witelogeni- ny nie są wytwarzane (Postlethwait, Giorgi,1985; Chen, Wyatt, 1981; Wyatt, 1991). W warstwie korowej oocytów w jajnikach samców nie obserwowano licznych mikro- kosmków ani pęcherzyków mikropinocytotycznych, charakterystycznych dla oocytów witelogenicznych u samic. VI. SYNTEZA, SEKRECJA I FORMOWANIE OSŁON JAJOWYCH

Osłony jajowe widelnic wytwarzane są przez komórki nabłonka folikulamego, któ re, podobnie jak u innych owadów, w kolejnych stadiach oogenezy podlegają zmianom kształtu i znacznemu wzrostowi objętości (Tabl. VII, Ryc. 5A). Równocześnie wzrasta liczba organeli związanych z syntezą i sekrecją osłon jajowych oraz objętość jąder komórkowych (Tabl. VIII; IX; XIII). Powierzchnie apikalne (tj. zwrócone do oocytu) komórek folikulamych zwiększają się w wyniku tworzenia i wzrostu wypustek komór kowych, które przeplatają się z mikrokosmkami oocytu (Tabl. VIII: 2, 3; XIII: 2; Ryc. 5A: c). W kolejnych stadiach oogenezy stopniowo powiększa się przestrzeń perioocy- tarna (Tabl. X: 1,2, 4; XIII: 3, 4; Ryc. 5A: d, e). W przestrzeni tej gromadzą się i za gęszczają prekursory osłon jajowych, które sukcesywnie odkładane są na powierzchni oolemy (mikrokosmkach oocytu) (Tabl. X: 1; XIII: 1, 2, 3), a następnie wypełniają tę przestrzeń, układając się w kolejne warstwy tworzącej się kapsuły jajowej (Tabl. X: 1, 2, 4; XIII: 4, 5; Ryc. 5A: e-i). Wprawdzie rozwój nabłonka folikulamego widelnic jest typowy, procesy syntezy i sekrecji prekursorów osłon jajowych u badanych gatunków rozpoczynają się już we wczesnych etapach witelogenezy, niekiedy np. Leuctra autumnalis (Euholognatha) - nawet w prewitelogenezie. 45

Rye. 5. Schemat przedstawiający: A. Rozwój komórek folikulamych w kolejnych stadiach oogenezy Perla sp. Uwagę zwraca wzrost objętości komórek i liczby organeli; charakterystyczne zmiany kształtów komó rek; przestrzenie międzykomórkowe w późnej witelogenezie (d) i stopniowe zwiększanie przestrzeni perioocytamej (d-i), w której odkładany jest materia! osłon jajowych, a - prewitelogeneza; b, c, d - witelogeneza; e, f, g, h, i - choriogeneza. Strzałka - prekursor chorionu; grot - ekstrachorion; BL - blaszka podstawna; FC - komórka folikulama; IL - wewnętrzna warstwa chorionu; OL - zewnętrzna warstwa chorionu; O - oocyt; VE - osłona żółtkowa. B. Zróżnicowanie komórek folikulamych w rejonie tylnego bieguna oocytu na 3 subpopulacje: FC; FCAt; FCCo, w okresie formowania chorionu i struktury czepnej (lewa strona) oraz po zakończeniu procesu (prawa strona). Gwiazdka - struktura czepna; FC - komórki folikularne, wytwarzające chorion podstawowy; FCAt - komórki folikulame, wytwarzające strukturę czepną; FCCo -komórki folikulame, wytwarzające kołnierz (5A, 5B - wg Rościszewska, 1995) Fig. 5. Schematic diagram showing: A. Follicular cells development during different oogenesis periods in Perla sp. Notice: the increase of cells volumes and increasing number of the organeles; characteristic shape changes of the cells; intercellular spaces during late vitellogenesis (d); gradually increasing perioocytic space (d-i) in which the eggshell material is being deposited; a - previtellogenesis; b, c, d - vitellogenesis; e, f, g, h, i - choriogenesis; arrow - chorion precursor; an-owhead - extrachorion; BL - basal lamina; FC - follicular cell; IL - internal chorionic layer; O - the oocyte; VE - vitelline envelope. B. The region of the posterior pole of the oocyte. Notice the 3 subpopulations of follicular cells: FC; FCAt; FCCo, during the period when the chorion and the attachment structure (see the left side) and after the process is over (see the right side). Asterisk - the attachment structure; FC - follicular cells secreting main body chorion; FCAt - follicular cells secreting the attachment structure; FCCo - follicular cells secreting the collar (A, B - from Rościszewska, 1995) 46

VI. 1. Euholognatha

Proces choriogenezy i ultrastrukturę kapsuły jajowej analizowano szczegółowo w jajnikach dojrzałych samic gatunku Leuctra autumnalis (Leuctridae) (Poprawa i wsp., 2002). Odkładanie prekursorów osłon jajowych u tego gatunku rozpoczyna się na powierzchni oocytów prewitelogenicznych (Tabl. XIII: 1). W stadium tym sze ścienne komórki folikulame, tworzące zwarty nabłonek folikulamy, złączone są połą czeniami przegrodowymi (Tabl. XIII: 1) i desmosomami pasowymi. Cytoplazma ko mórek folikulamych, która bogata jest w rybosomy, zawiera także diktiosomy, cyster ny szorstkiej siateczki śródplazmatycznej oraz skupienia elektronowo-gęstego mate riału. Podobny materiał gromadzi się również na powierzchni oocytu, u podstawy licz nych, długich mikrokosmków (Tabl. XIII: 1). W kolejnych stadiach oogenezy rośnie objętość komórek folikulamych oraz ilość ich organeli (Tabl. XIII: 2). W stadium za awansowanej witelogenezy dotychczas ściśle przylegające cylindryczne komórki zmieniają kształt na owalny. Równocześnie powstają przestrzenie międzykomórkowe (Tabl. XIII: 3), co ułatwia dostęp hemolimfy do powierzchni oocytu i przyspiesza pro ces endocytozy witelogenin. Zmianom kształtów komórek folikulamych towarzyszy stały wzrost ich objętości; zwiększa się też objętość ich jąder komórkowych i jąderek. Cytoplazma wypełniona jest stosami i zwojami szorstkiej siateczki śródplazmatycznej, diktiosomami, mitochondriami, a w apikalnej strefie komórki występują liczne pęche rzyki i ziarna sekrecyjne. W bazalnej części komórek folikulamych w centrach zwojów szorstkiej siateczki śródplazmatycznej często występują ciała o średniej gęstości elek tronowej. W mikroskopie świetlnym na skrawkach półcienkich barwionych błękitem metylenowym ciała te mają wygląd kropli lipidowych. Podobne krople lipidów opisy wano również w jajnikach innych owadów (Kessel i Ganion, 1979; Bitsch, 1980; Mat- suzaki i wsp., 1985). Szeroka przestrzeń perioocytama zawiera osłonę żółtkową oraz materiał ziarnisty - prekursor chorionu. Osłona żółtkowa nie jest jeszcze ostatecznie uformowana i ma charakter włóknisty. Włókna o wielokierunkowym przebiegu osa dzone pomiędzy mikrokosmkami oocytu układają się w ażurową warstwę (Tabl. XIII: 3). Po zakończeniu witelogenezy komórki nabłonka folikulamego, nadal aktywne se- krecyjnie, ponownie zbliżają się do siebie. W tym czasie, ponad uformowanymi już osłonami - żółtkową (Tabl. XIII: 3 i 4) i dwuwarstwowym cienkim chorionem powstaje najgrubsza z osłon - ekstrachorion, w którym przy użyciu mikroskopu elektro nowego transmisyjnego wyróżnić można 3 warstwy: dwie z nich zbudowane są z drobnoziarnistego materiału, o nieznacznie zróżnicowanej gęstości elektronowej. Warstwa pierwsza, znajdująca się bliżej chorionu, jest elektronowo-przejrzysta, druga - bardziej gęsta. Trzecia z wymienionych warstw, zewnętrzna, utworzona jest z kłacz- kowatego materiału o średniej gęstości elektronowej (Tabl. XIII: 4, 5). Po utworzeniu ekstrachorionu komórki folikulame stopniowo spłaszczają się, ulegają degeneracji i złuszczająsię z powierzchni definitywnie uformowanej kapsuły. 47

Udział oocytu w formowaniu osłon jajowych L. autumnalis

W prewitelogenezie, równocześnie z rozpoczynającym się procesem choriogenezy, w warstwie korowej oocytu pojawiają się liczne, drobne pęcherzyki szorstkiej siateczki śródplazmatycznej (Tabl. XIII: 1). Pęcherzyków endocytotycznych w tym stadium nigdy nie obserwowano. W czasie witelogenezy w warstwie korowej oocytu pojawiają się pęcherzyki i wakuole zawierające elektronowo-gęsty rdzeń (Tabl. XIII: 2, 3). Mate riał podobny do materiału budującego „rdzeń” obserwowano na powierzchni oocytu u podstawy mikrokosmków (Tabl. XIII: 3). W następnym stadium zmienia się budowa osłony żółtkowej; osłona ta staje się lita, elektronowo-gęsta i zawiera jajowate prze strzenie, wypełnione materiałem włóknistym (Tabl. XIII: 4). Na podstawie analizy uzyskanych elektronogramów wydaje się, że materiał zawarty w pęcherzykach war stwy korowej oocytu uwalniany jest do przestrzeni perioocytamej i przyłączany do ażurowej osłony żółtkowej. Zmiana obrazu morfologicznego tej osłony jest najpraw dopodobniej wynikiem przyłączenia do niej komponenty pochodzącej z oocytu. Osłona żółtkowa badanego gatunku Leuctra jest więc, według klasyfikacji Ludwiga, typu mie szanego: I i II-rzędowa. Pozostałe osłony jajowe wytwarzane są przez komórki folikulame (Tabl. XIII: 4) - są zatem, zgodnie z powyższą klasyfikacją, II-rzędowe. Udział oocytu w powstawaniu osłon jajowych został opisany u Entognatha (prze gląd: Biliński, 1994) i innych stawonogów, np. skorupiaków (Ikuta i wsp., 1997), paję czaków (Witaliński i Żuwała, 1981; Witaliński, 1993) i wijów (Herbaut, 1974).

VI. 2. Systellognatha

Proces choriogenezy został poznany u przedstawicieli 2 rodzin Perloidea: Perlidae - Perla marginata, P. pallida (Rościszewska, 1995) oraz Perlodidae - Perlodes microcephalus (P. intricata) (Rościszewska, 1996a). Proces ten, u badanych gatunków, po przedza zróżnicowanie (dywersyfikacja) komórek nabłonka folikulamego na morfolo gicznie i funkcjonalnie wyodrębnione subpopulacje, odpowiedzialne za sekrecję i uformowanie podstawowej części kapsuły, jak również wyróżniających się morfolo gicznie jej rejonów. U badanych widelnic dywersyfikacja komórek folikulamych za znacza się najwyraźniej w rejonie tylnego bieguna oocytu, gdzie wytwarzana jest struktura czepna (por. budowa kapsuł jajowych).

Perlidae: Perla marginata, P. pallida

Synteza i sekrecja prekursorów osłon jajowych w owariolach badanych gatunków rozpoczyna się we wczesnej witelogenezie, tj. wcześniej niż zazwyczaj u owadów. 48

Podobnie wczesny start choriogenezy odnotowano jedynie u Orlhezia urticae - przed stawiciela czerwców z rodziny Ortheziidae (Vogelgesang i Szklarzewicz, 2001). Zmiany morfologiczne komórek folikulamych badanych Perlidae, związane z se- krecją osłon, odpowiadają opisowi przedstawionemu w poprzednim rozdziale, jednak procesowi choriogenezy w jajniku Perlą towarzyszy regionalna dywersyfikacja komó rek nabłonka folikulamego na morfologicznie i funkcjonalnie odmienne zespoły (subpopulacje), odpowiedzialne za wykształcenie odmiennych rejonów kapsuły. Dywer syfikacja komórek folikulamych rozpoczyna się w pęcherzykach terminalnych, w fazie zaawansowanej witelogenezy (w stadium patency). Można wówczas wyróżnić 2 ze społy komórek folikulamych: 1. Komórki biegunów otaczają biegun przedni i biegun tylny; przylegają one do siebie ściśle. 2. Pozostałe komórki, oddzielone szerokimi przestrzeniami międzykomórkowymi. Po zakończeniu witelogenezy komórki folikulame zbliżają się do siebie i powtórnie tworzą zwarty nabłonek. W tym czasie można wyróżnić aż trzy morfologicznie od mienne subpopulacje komórek folikulamych: 1. Komórki folikulame, okrywające powierzchnie boczne oocytu, wytwarzające chorion podstawowy. Są one prostopadłościenne, mają duże, spłaszczone, płatowate jądra komórkowe, przesunięte nieco ku podstawie komórki. Jądra komórkowe zawie rają duże jąderka, osłonka jądrowa poprzebijana jest licznymi porami. Cytoplazma wypełniona jest organelami sekrecyjnymi: stosami i zwojami szorstkiej siateczki śród- plazmatycznej i diktiosomami, a także mitochondriami oraz ziarnami sekrecyjnymi, gromadzącymi się w apikalnej części komórek; w strefie tej można obserwować rów nież znaczne rozwinięcie powierzchni apikalnej błony komórkowej, która pokrywa tworzące się mikrokosmki penetrujące przestrzeń perioocytamą. W bazalnej części komórek folikulamych występują duże krople lipidowe. Zdaniem niektórych autorów (Bitsch i Bitsch, 1988; Belles i wsp., 1993), w tej postaci w komórkach folikulamych gromadzone są hormony steroidowe, hamujące czasowo witelogenezę w młodszych pęcherzykach. 2. Komórki folikulame, wytwarzające tzw. kołnierz. Komórki te wydłużają się 1 wsuwają pod równocześnie formowany przez sąsiednie komórki dysk czepny. W budowie wewnętrznej komórek kołnierza charakterystyczne są stosy wąskich cy stern szorstkiej siateczki śródplazmatycznej (Tabl. XII: 1; Ryc. 5B). 3. Komórki folikulame, wytwarzające stylik i dysk czepny. Są one wysokie, pry zmatyczne (Ryc. 5B); apikalna część komórki wyróżnia się licznymi, cienkimi, długi mi mikrokosmkami. W budowie wewnętrznej komórki te charakteryzuje obecność rozdętych cystern szorstkiej siateczki śródplazmatycznej, gromadzących materiał ziar nisty. Pod względem ultrastruktury komórki tej subpopulacji można podzielić na 2 zespoły różniące się gęstością elektronową (Tabl. XI: 1, 3). Elektronowo-gęste od powiedzialne są za wytworzenie stylika i centralnej części dysku; elektronowo- przejrzyste - za uformowanie pozostałej, zewnętrznej części dysku. Na podstawie analizy wyników przeprowadzonych badań można stwierdzić, że wszystkie warstwy kapsuł jajowych badanych gatunków Perlidae są wytworem komó rek nabłonka folikulamego. Charakterystyczna rzeźba powierzchni chorionu, przed stawiająca układ sześciokątnych pól, odzwierciedla dokładnie kształty komórek foli kulamych. Każda z nich odpowiedzialna jest za wytworzenie jednego elementu rzeźby „plastra miodu” (Tabl. XV: 3, 5, 7; XVI: 1, 2; Ryc. 5A). 49

Analiza kolejnych stadiów wylęgu larwy (Rościszewska i Jankowska, 1993) po zwoliła określić rejon kapsuły, w którym otwiera się ona podczas opuszczania przez larwę osłon (Tabl. XV: 4). Jednak w badaniach ultrastrukturalnych nie zaobserwowano subpopulacji komórek nabłonka, związanych z formowaniem tzw. linii wylęgu, jak również z formowaniem kanałów mikropylamych.

Perlodidae: Périodes microcephalus*

Choriogeneza P. microcephalus przebiega podobnie jak u Perla, inne są jednak kształty komórek, wytwarzających dysk czepny. Komórki folikulame tego rejonu two rzą duże, płatowate wypustki. Ponadto, w 2 innych rejonach oocytu, komórki foliku lame tworzą różnej długości wypustki. W rejonie linii wylęgu krótkie wypustki ograni czają wysokość warstwy chorionu. W rejonie mikropylarnym wypustki komórek folikulamych są dłuższe. Najprawdopodobniej wyznaczają one światła kanałów mikropy lamych.

' W tytule oryginalnej pracy (Rościszewska, 1996a) użyto błędnie nazwy gatunkowej P. intricata. Błąd ten został ujawniony w wyniku prowadzonej ostatnio rewizji gatunków z rodziny Perlodidae do której m.in. zaliczany jest rodzaj Perlodes. VII. ULTRASTRUKTURA KAPSUŁ JAJOWYCH

Kapsuły jajowe widelnic porównywanych grup: Euholognatha i Systellognatha róż nią się wielkością, kształtem, stopniem komplikacji regionalnej, jak i warstwowej (Ryc. 6A i 6B).

VII. 1. Euholognatha

Budowę kapsuł jajowych 6 gatunków z 3 rodzin euholognatycznych: Brachyptera risi (Taeniopterygidae), Nemoura obtusa, Protonemura intricata, Protonemura prae cox, Protonemura auberti (Nemouridae) oraz Leuctra autumnalis (Leuctridae) zbadano przy użyciu mikroskopu elektronowego skaningowego. U wymienionych owadów kapsuły mają kształt kulisty (Nemouridae) lub owalny (Leuctridae) i niewielkie roz miary. Ich średnica zazwyczaj nie przekracza 0,2 mm, np. 0,2 x 0,18 [mm] u Leuctra autumnalis, 0,14 x 0,11 [mm] u Protonemura intricata. Nieregularny kształt kapsuł jajowych Brachyptera jest najprawdopodobniej wynikiem deformacji spowodowanej ścisłym upakowaniem w jajowodach bocznych komórek jajowych, otoczonych nie- stwardniałymi jeszcze osłonami. 51 52

Badania w mikroskopie skaningowym pozwoliły stwierdzić, że kapsuły jajowe wszystkich badanych gatunków nie wykazują zróżnicowania regionalnego, z wyjąt kiem otworów mikropylamych, które występują w pobliżu równika jaja lub w innych obszarach kapsuły jajowej (Tabl. XIV: 2, 3 oraz 6). U Nemouridae są one nieliczne i niewielkie. Po raz pierwszy w tej rodzinie udało się je zidentyfikować u Protonemura intricata (Rościszewska, 1996b), a następnie u Protonemura praecox (nieopublikowane) oraz u Protonemura auberti (Rościszewska, 2001a) (Tabl. XIV: 2, 3, 4, 5, 7). U przedstawicieli rodziny Leuctridae otwory mikropylame występują w liczbie kilku nastu (Rościszewska, nieopublikowane) (Tabl. XIV: 6). Otwory mikropylame kapsuł wszystkich wymienionych gatunków mają gładkie brzegi, którym nie towarzyszą żad ne dodatkowe struktury. Powierzchnia chorionu w omawianym rejonie jest morfolo gicznie niezróżnicowana. U Nemoura obtusa i Brachyptera risi otworów mikropylar- nych nie wykazano. Powyższe obserwacje wskazują, że w rodzinach prymitywnych Euholognatha (Taeniopterygidae, Nemouridae) otwory mikropylame są nieliczne lub nie występują. W kapsułach Leuctridae liczne (kilkanaście) otwory mikropylame roz mieszczone są w sposób uporządkowany (Tabl. XIV: 6). Ukształtowanie powierzchni kapsuł jest zróżnicowane gatunkowo: u Brachyptera występują szczeciniaste wyrostki ekstrachorionu (Tabl. XIV: 1); u gatunków z rodzaju Protonemura (P. intricata, P. auberti) warstwa ta tworzy krótkie wypustki, natomiast ekstrachorion L. autumnalis jest gładki (Tabl. XIV). Kapsuły jajowe widelnic euholognatycznych (Protonemura intricata i Leuctra autumnalis) zbudowane są z 3 osłon, z których dwie pierwsze: osło na żółtkowa i chorion są cienkie i o zróżnicowanej gęstości elektronowej, natomiast elektronowo-przejrzysty ekstrachorion stanowi najgrubszą warstwę (we wstępnych badaniach morfologii kapsuły jajowej P. intricata ekstrachorion określono niefortunnie jako warstwy chorionu: środkowa - MCL i zewnętrzna - OCL). Z obserwacji wiado mo, że ekstrachorion widelnic w wodzie pęcznieje, staje się lepki, służy więc jako warstwa czepna, a także ochronna (Rościszewska, 1996b; Poprawa i wsp., 2002). Eks trachorion Protonemura intricata prawdopodobnie zawiera różne substancje, które różnie zachowują się po zetknięciu się z wodą. Według Zwicka (informacja ustna), kokon jaj wspomnianego gatunku złożony do wody początkowo nie tonie, lecz jaja „rozpryskują się” po powierzchni wody, tak jakby działał detergent, po czym poszcze gólne jaja w różnych miejscach opadają na dno zbiornika wodnego i przyklejają się do podłoża. Wyniki reakcji histochemicznych dla wykrycia białek, polisacharydów i lipidów w kapsułach jajowych Leuctra (Rościszewska, nieopublikowane) zebrano w tabeli I. Z danych zawartych w tabeli I wynika, że osłona żółtkowa ma charakter białkowo- -polisacharydowy, a ponadto wykazuje słabą reakcję na lipidy. Te ostatnie prawdopo dobnie stanowią ochronę przed wysychaniem, np. zanim jaja zostaną złożone do wody. Ekstrachorion, bogaty w polisacharydy, pęcznieje w wodzie i jest lepki. Stanowi więc ochronę przed urazami mechanicznymi i zapewnia adhezję. 53

VIL 2. Systellognatha

Kapsuły jajowe w tej grupie widelnic są zwykle większe w porównaniu z Euholo- gnatha (0,3 x 0,14 - 0,7 x 0,4 [mm]); mogą przyjmować kształt owalny lub inne „nie typowe” kształty, np. kropli, piramidy, skorupy żółwia, hemisferyczny. Ściany kapsuł zwykle są grube, twarde, wielowarstwowe, skomplikowane (z wyjątkiem tropikalnych gatunków Perlidae). Kapsuły są też zróżnicowane warstwowo i regionalnie na morfo logicznie i funkcjonalnie odmienne obszary (por. Wprowadzenie: II. 4). Warstwowo zróżnicowane są na 3 główne osłony (warstwy): cienką zazwyczaj osłonę żółtkową, gruby, skomplikowany chorion oraz cienki ekstrachorion (Ryc. 6B). Poszczególne osłony mogą wykazywać również budowę warstwową (Rościszewska, 1991 a, b). Re gionalnie, kapsuły zróżnicowane są na okolice: podstawową, biegunów: przedniego i tylnego, oraz równikową. W przedniej części kapsuły można wyróżnić wieczko i linię wylęgu, jak i występujące w pobliżu równika jaja - mikropyle. W okolicy tylnego bieguna znajduje się struktura czepna, zwana dyskiem czepnym (kotwicą, płytką czep- ną), który najczęściej osadzony jest na styliku. Stylik przymocowany jest do chorionu, który tworzy wokół niego tzw. kołnierz. Pozostała, podstawowa część kapsuły, której ściany są gęsto perforowane, funkcjonuje jako aeropyle. Równocześnie, dzięki organi zacji przestrzennej kanałów aeropylamych chorionu, a także obecności struktur ekstra- chorionalnych (Ryc. 6B), kapsuła jajowa chroni zarodek przed wysychaniem.

Struktury czepne

Według klasyfikacji Isobe (1997) wyróżnia, się dwie kategorie struktur czepnych, z czego w obrębie jednej z nich opisano pięć typów strukturalnych: 1. Struktury jellyflsh-like (ang.). Ta kategoria jest rzadko spotykana; wyróżnia się ona większą liczbą kotwic osadzonych w rozmaitych miejscach kapsuły. Na przykład uMicroperla brevicauda (Peltoperlidae) ma postać ramion zakotwiczonych wzdłuż krawędzi kołnierza (Isobe, 1997). 2. Struktury dyskowate (kotwicowate) mają jeden punkt zaczepienia w chorionie i ze względu na zróżnicowanie kształtów dysków i stylików dzieli się je na 5 typów o wyglądzie: kubka, grzyba, parasola, płyty, wstążek. Dysk kubkowaty nasunięty jest na kapsułę jajową niekiedy nawet do połowy jej wysokości; w rezultacie stylik i koł nierz są niewidoczne, np. Perlidae: Acroneuriinae (Isobe, 1997; Rościszewska, 2001b; Fenoglio i Rościszewska, w przygotowaniu) (Tabl. XIX: 5, 6). Dyski o kształcie grzy ba i parasola połączone są z chorionem za pośrednictwem wyraźnych stylików, zazwy czaj otoczonych wysokim kołnierzem (Pteronarcyidae, Perlidae, Perlodidae, Chloro- perlidae) (Tabl. XVI: 4, 6; XVIII: 1). Dysk płytowaty przylega do spłaszczonej po wierzchni chorionu; w tym przypadku nie da się wyróżnić stylika, a niekiedy także kołnierza. W niektórych przypadkach występuje krótki kołnierz (Peltoperlidae, Perlo didae) (Tabl. XIX: 7). Dysk wstążkowaty składa się z wielu wyrostków o kształcie wstążki (rzadko spotykany, np. u Perlidae). 54

Powierzchnia dysku czepnego może być różnie ukształtowana, a struktury grzyb kowate rozmaicie rozmieszczone. Isobe (1997) wykazał istnienie 4 typów powierzchni dysków czepnych: 1) gładka (unmodified), 2) pomarszczona (wrinkled), 3) cienka „dywanokształtna” (thin carpet-like), 4) gruba dywanokształtna (thick carpet-like). W 2 ostatnich przypadkach powierzchnia dysku pokryta jest krótkimi lub długimi wy pustkami. Powierzchnia dysków najczęściej podzielona jest na heksagonalne pola, będące „odciskami” komórek folikulamych. Ciała grzybkowate mogą być na po wierzchni dysku rozproszone lub ułożone peryferycznie. Na podstawie szczegółowej analizy kapsuł jajowych wielu gatunków Plecoptera Isobe stwierdził, że „dyski” widel nic z nadrodziny Perloidaea (z wyjątkiem Neoperlini, Perlidae) mają kształt grzyba lub parasola, podczas gdy w siostrzanej nadrodzinie - Pteronarcyoidaea dyski są różno- kształtne.

Budowa kapsuł jajowych

Perlidae: Perlą marginata

Kapsuła jajowa o wymiarach 0,4 x 0,2 [mm] jest owalna, żółto-brunatna, twarda, spolaryzowana w osi przednio-tylnej. W przedniej części kapsuły w paśmie chorionu (kapsuły) powyżej równika jaja widoczny jest aparat mikropylamy, złożony z kilkuna stu ukośnych do powierzchni jaja kanałów mikropylamych (Tabl. XV: 1). Tylny bie gun wyznacza dysk czepny typu grzyba. Stylik otoczony jest kołnierzem. Przed owipo- zycjądysk przylega do kapsuły, zakrywając kołnierz (Tabl. XV: 2; XVI: 1). Po złoże niu jaj do wody, dysk pęcznieje, jego powierzchnia staje się lepka i dopasowując ściśle swój kształt do powierzchni podłoża, mocno przytwierdza się do niego. Stylik pęcz niejąc, wydłuża się, odsuwając nieco jajo od podłoża. Struktura czepna oglądana „in toto" w mikroskopie optycznym jest przejrzysta, bezbarwna. Analiza seryjnych skrawków półcienkich wykazała, że kapsuła jajowa składa się z następujących warstw: 1) przylegającej do oolemy, cienkiej i jednolitej osłony żółt kowej; 2) chorionu, zbudowanego z dwu warstw o zbliżonej grubości: wewnętrznej (bliższej jaja) ciągłej oraz zewnętrznej, składającej się z oddzielonych niewielkimi przestrzeniami elementów (segmentów). Każdy element przebity jest zygzakowatym, szerokim kanałem centralnym, przebiegającym w płaszczyźnie prostopadłej do po wierzchni kapsuły. Wokół kanału centralnego występuje drugi kanał, węższy; 3) ekstrachorionu, będącego cienką, bezpostaciową warstwą, otaczającą od zewnątrz chorion i dysk czepny. Na powierzchni tej warstwy, ponad kanałami elementów budujących zewnętrzną warstwę chorionu, występują struktury „grzybkowate” (Tabl. XV: 5, 7 i XVI: 2). W mikroskopie elektronowym skaningowym badano powierzchnie chorionu pod stawowego, jak również wyspecjalizowanych rejonów kapsuły: mikropylamego oraz kołnierza i dysku czepnego (Tabl. XVI). Obserwowano obie powierzchnie chorionu: wewnętrzną oraz zewnętrzną wraz ze ściśle przylegającą do niej cienką warstwą ekstrachorionu (Tabl. XV, XVI). Przekrój poprzeczny kapsuły, obserwowany przy użyciu 55 mikroskopu skaningowego, ujawnia strukturę warstw chorionu: wewnętrzna warstwa jest ciągła, zewnętrzna zbudowana jest z wielościennych (zbliżonych do sześciennych), dopasowanych przestrzennie segmentów, pooddzielanych szczelinami (Tabl. XV: 8; XVI: 1, 2). Każdy segment przebijają prostopadłe do powierzchni kapsuły, zygzako wate kanały: centralny oraz okalający go, okrężny (Tabl. XV: 8; Ryc. 6B). Powierzch nia zewnętrzna kapsuły posiada rzeźbę w postaci sieci wielokątów, głównie sześcio- kątów, przypominającą plaster miodu (Tabl. XV: 3, 8; XVI: 1, 2) (powierzchnia każ dego z wielokątów stanowi zewnętrzną powierzchnię każdego z segmentów zewnętrz nej warstwy chorionu). Ponad centrum każdego z sześciokątnych pól występuje struk tura grzybkowata, przylegająca do ekstrachorionu, zasłaniająca otwór prowadzący do kanału centralnego zewnętrznej warstwy chorionu. Powierzchnia dysku czepnego również wykazuje rzeźbę plastra miodu, lecz zarys wielokątów jest niezbyt wyraźny. Ponadto, powierzchnia zewnętrzna każdego wielo kąta wykazuje liczne drobne, regularne wypustki, zwiększające powierzchnię struktury (3 typ powierzchni = thin carpet-like - według klasyfikacji Isobe). W centrum każdego z wielokątów tkwią struktury grzybkowate, zebrane po kilka (od 3 do 5) (Tabl. XVI: 1, 2, 3). Badania przy użyciu mikroskopu elektronowego transmisyjnego pozwoliły stwier dzić, że osłona żółtkowa jest homogenna, elektronowo-gęsta. Poza miejscami wystę powania kanałów mikropylamych nie wykazuje zróżnicowania. Wewnętrzna, ciągła warstwa chorionu poprzebijana jest cienkimi kanalikami, tworzącymi równoległe wiązki. Wiązki te występują zawsze w przedłużeniach osi kanałów zewnętrznej war stwy chorionu. Segmenty tworzące zewnętrzną warstwę chorionu zbudowane są z elektronowo-gęstych ziaren (Tabl. XV: 7). Ściany segmentów są zbudowane z trzech cienkich warstw: dwu elektronowo-gęstych oddzielonych elektronowo-jasną. Po wierzchnie wewnętrznej warstwy chorionu w obszarach perforowanych cienkimi ka nalikami, kontaktujące się z kanałami warstwy zewnętrznej, pokryte są materiałem blaszkowatym o średniej gęstości elektronowej. Natura chemiczna powyższego mate riału nie była badana, ale wspomniane wyżej miejsce jego występowania sugeruje, że jest to substancja woskowa, ograniczająca parowanie. Zewnętrzną warstwę chorionu pokrywa warstwa ekstrachorionu o średniej gęstości elektronowej i strukturze drobno ziarnistej. Ponad kanałem centralnym każdego z segmentów zewnętrznej warstwy chorionu występują struktury grzybkowate o średniej gęstości elektronowej, których wolne powierzchnie pokrywa cienka warstwa elektronowo-gęsta (Rościszewska, 199 lb). Struktura czepna. Stylik struktury czepnej otacza wąski kołnierz, którego ze wnętrzna powierzchnia jest płytko pofałdowana podłużnie (Tabl. XVI: 4). Stylik i centralna część dysku zbudowane są z ziaren elektronowo-gęstych. Ziarna o podobnej gęstości elektronowej występują w zewnętrznej części dysku, jednak im bliżej brzegu dysku, tym są one mniejsze. Powierzchnia zewnętrzna dysku wykazuje liczne, regular ne, drobne wypustki oraz głębokie wpuklenia, w których tkwią „trzonki” struktur grzybkowatych, mających kuliste „kapelusze” (Tabl. XV: 1,2, 3). Wyniki badań histochemicznych kapsuł jajowych P. marginata i Dinocras cephalotes zostaną omówione w rozdziale VIII (Tabela I; Tabl. XVII: 2-6). 56

Dinocras cephalotes

Ogólna budowa kapsuły jajowej jest podobna do wyżej opisanej u Perlą, zostanie więc pominięta. Różnice podstawowe dotyczą morfologii chorionu w rejonie kołnierza oraz dysków czepnych obu gatunków. Powierzchnia dysku D. cephalotes tworzy licz ne, pałeczkowate wypustki (Tabl. XVI: por. 3, 5) (wg Isobe, 1997 - zaawansowany, czwarty typ powierzchni). Kołnierz wyższy jest niż u Perlą, a jego zewnętrzna po wierzchnia tworzy głębokie fałdy, ułożone zgodnie z długą osią jaja (Tabl. XVI: por. 4 ¡6).

Perlidae półkuli południowej: Anacroneuria (Acroneuriinae, plemię Anacroneuriini)

Budowę kapsuł jajowych pięciu południowoamerykańskich gatunków rodzaju Ana croneuria: A. ohausiana, A. cotacachi, A. sp. 2, A. sp. 3, A. sp. 4, analizowano przy użyciu mikroskopów: świetlnego i elektronowego skaningowego (Rościszewska, 2001 b). Ogólny plan budowy kapsuł jajowych wymienionych gatunków z rodzaju Anacroneuria jest zbliżony, dlatego zamieszczony poniżej dokładny opis dotyczy wy branego boliwijskiego gatunku -A. sp. 4 (Tabl. XIX: 5, 6). Kokon jaj przyklejony do brzusznej strony odwłoka samicy ma postać „kolby kukurydzy”; jej wnętrze zajmuje wolna przestrzeń, a jaja ułożone dyskami czepnymi na zewnątrz budują ściany kokonu. Wydaje się, że taka budowa kokonu chroni jaja przed nadmiernym parowaniem; lepkie dyski czepne, sklejone wzajemnie, tworzą powłokę chroniącą jaja. Kapsuła jaja wypre parowanego z kokonu ma kształt zbliżony do stożka, którego podstawa stanowi tylną, najszerszą, tępo zakończoną część, na której osadzony jest dysk czepny. Jedna z bocz nych ścian kapsuły jest nieco wklęsła. Dyski czepne są wyjątkowo lepkie, o czym świadczą m.in. przyklejone do nich obiekty, np. łuski ze skrzydeł motyli. (Rościszew ska, 2001b). Kapsuła jajowa o rozmiarach ok. 0,3 x 0,15 [mm] jest żółto-brunatna, przejrzysta, cienkościenna. Przezroczysty, cienki, elastyczny dysk czepny przytwier dzony jest bezpośrednio do chorionu. Ma on postać kubka nasuniętego głęboko (= do ok. 1/4 wysokości jaja) na kapsułę. Ani stylik, ani kołnierz nie są widoczne. Przy uży ciu SEM wykazano niespotykane u innych gatunków zróżnicowanie czepnej po wierzchni dysku (Tabl. XIX: 5, 6). Wzdłuż jego wolnych krawędzi znajdują się okręż ne pasma kolców uporządkowanych według wielkości. Centralna część dysku jest gładka. Tkwi w niej struktura grzybkowatego kształtu. Powierzchnia kapelusza wy mienionej struktury, tworząca liczne, cienkie, palcowate wyrostki, podzielona jest na sześciokątne pola - „odbitki” komórek folikulamych. Stylikowi towarzyszą dodatkowo włókna przylegające do niego i ułożone zgodnie z jego osią. Wokół opisanej struktury, na obrzeżu tarczy występuje wieniec parzystych, podłużnych, maczugowatych wyrost ków pokrytych kolcami (Tabl. XIX: 6). Chorion podstawowy o gładkiej powierzchni pokryty jest cienką warstwą ekstrachorionu. W przedniej części kapsuły wyróżnić można linię wylęgu oddzielającą wieczko od pozostałej części kapsuły. Powierzchnia wieczka wyróżnia się rzeźbą w postaci wielokątów będących odbitkami komórek foli kulamych. Wzdłuż linii wylęgu rozlokowane są otwory/kanały mikropylame. Kapsuły pozostałych gatunków Anacroneuria obserwowanych do tej pory mają podobny plan 57 budowy: zawsze występuje rozległy, bardzo lepki dysk czepny bez stylika, chorion nie tworzy kołnierza. Różnice międzygatunkowe dotyczą szczegółów ornamentacji po wierzchni poszczególnych rejonów kapsuły, własności fizycznych dysku czepnego (sprężystość, lepkość) braku lub obecności dodatkowych struktur na dysku czepnym czy też kształtu linii wylęgu, która może być gładka lub falista (Rościszewska, 200lb). Jak wynika z obserwacji kapsuł podczas preparowania oraz analizy skrawków półcien- kich, ściany kapsuły są sprężyste (przy nacisku ulegają nietrwałym odkształceniom) i są znacznie cieńsze w porównaniu z dotychczas badanymi gatunkami Perlidae, wy stępującymi na półkuli północnej.

Perlodidae: Isoperla grammatica

Kapsuła jajowa tego gatunku, o wymiarach 0,3 x 0,2 mm, jest owalna, o jednym boku lekko wpuklonym, co nadaje jej kształt „skorupy żółwia” (dane nieopublikowane) (Tabl. XVIII: 1). Tylny biegun zaopatrzony jest w niewielki dysk czepny w kształ cie grzyba. Widoczna na mikrofotografiach z mikroskopu elektronowego skaningowe go rzeźba zewnętrznej powierzchni chorionu podstawowego różni się nieco od opisa nej u Perlą, zachowując jednak zarys wielokątnych pól. Wokół otworów mikropylar- nych wspomniane pola układają się w charakterystyczne rozety (Tabl. XVIII: 2). Struktur grzybkowatych na powierzchni kapsuły nie obserwowano. Powierzchnia ze wnętrzna dysku czepnego jest ukształtowana w długie fałdy o wielokierunkowym przebiegu (Tabl. XVIII: 4); struktury grzybkowate występują w skupieniach rozmiesz czonych regularnie na całej powierzchni dysku (Tabl. XVIII: 3). Warto w tym miejscu dodać, że kapsuły jajowe osobników Isoperla grammatica, pochodzących z 2 różnych stanowisk europejskich: Bieszczady (Rościszewska, nieopublikowane) i Pireneje Atlantyckie (obecne wyniki), różnią się znacznie pod wzgędem ornamentacji po wierzchni chorionu podstawowego. Ponadto, 2 różne gatunki: bieszczadzki I. gram matica oraz pochodzący z Pirenejów Atlantyckich I. goertzi, wykazują znacznie bar dziej zbliżoną rzeźbę powierzchni chorionu podstawowego aniżeli wspomniane wyżej osobniki I. grammatica z różnych stanowisk. Prawdopodobnie więc, struktura kapsuły jajowej będzie cechą przydatną w diagnostyce taksonomicznej.

Isoperla rivulorum

Kapsuła jajowa w kształcie skorupy żółwia zaopatrzona jest w niewielki dysk czep ny. Istotny wydaje się wynik obserwacji kolejnych zmian morfologicznych ekstrachorionu i dysku czepnego po zniesieniu jaj do wody (Rościszewska, 199la). Na podsta wie tych badań można wnioskować, że ekstrachorion, który w wodzie pęcznieje, stop niowo złuszcza się z powierzchni chorionu i przez pewien czas funkcjonuje jak żagiel; reagując na ruchy wody, powoduje toczenie się jaja po podłożu, wskutek czego po szczególne jaja kokonu rozpraszają się w różnych kierunkach (por. strategia rozrodcza Protonemura intricata, Euholognatha. Rozdział IX). 58

Périodes microcephalus

Jaja tego gatunku, jak i innych z rodzaju Périodes, osłonięte są kapsułami w kształ cie czworościanów (Rościszewska i wsp., nieopublikowane; Tabl. XIX: 1-4). Za po mocą mikroskopu elektronowego skaningowego w omawianej kapsule można wyróż nić następujące rejony: w przedniej części - wieczko oddzielone od reszty kapsuły linią wylęgu; w pobliżu równika jaja - rejon mikropylamy (Tabl. XIX: 1, 2, 4); w cen trum tylnej, trójkątnej ściany kapsuły chorion tworzy wąski kołnierz, otaczający krótki, gruby stylik podtrzymujący duży, parasolowaty dysk czepny. Brzegi dysku tworzą listwę z licznymi, wstążkowatymi wypustkami (Tabl. XIX: 2, 3). Wzdłuż listwy brzeż nej dysku ułożone są struktury grzybkowate. Ponadto, kilka ostatnio wymienionych struktur znajduje się w centrum dysku. Pozostała powierzchnia dysku, pozbawiona struktur grzybkowatych, wykazuje jednolite, drobne wypukłości. Dysk czepny może dopasowywać swój kształt do podłoża (Tabl. XIX: 3) i w ten sposób ściśle do niego przywierać. Jak wynika z powyższego opisu, kapsuły jajowe opisanego gatunku widelnicy mo gą służyć za model kapsuły jajowej owada, wyspecjalizowanej do warunków rozwoju w wodzie rwącego, górskiego potoku. W ostatnim czasie stwierdzono, że niektóre gatunki z wyżej omawianego rodzaju Périodes zostały błędnie sklasyfikowane. Okazało się, że cechy budowy kapsuł jajo wych są w tym przypadku ważnym kryterium które umożliwiło korektę oznaczenia gatunków Périodes intricatus i Périodes jurassiens (Knispel i wsp., 2002).

Antarctoperlaria, Eustheniidae: Thaumatoperla flaveola

Wstępne obserwacje w mikroskopie świetlnym i elektronowym skaningowym bu dowy osłon jajowych reprezentanta Antarctoperlaria: Thaumatoperla flaveola (Eusthe niidae) zgodne są z obserwacjami Zwicka (1973). Według tego autora, kapsuły jajowe Eusthenia venosa i Thaumatoperla robusta są owalne i zaopatrzone na obu biegunach w struktury wzmacniające, wykształcone w postaci pęków wyrostków rozwidlających się dichotomicznie. Otwory mikropylame występują w liczbie 5-10 u pierwszego z wymienionych gatunków oraz 15-20 u drugiego; chorion otaczający otwory mikro pylame tworzy kominkowate wyniosłości. Ekstrachorion, cienką warstwą obejmujący pozostałe osłony jajowe, jest homologiczny z warstwą galaretowatą kapsuł jajowych pozostałych Plecoptera. VHI. BUDOWA CHEMICZNA I FUNKCJE REGIONÓW KAPSUŁ JAJOWYCH

Wyniki badań histochemicznych przedstawiono w tabeli I.

Tabela I. Białka, polisacharydy i lipidy w kapsułach jajowych Perlą marginata (P), Dinocras cephalotes (D), Leuctra aulunutalis (L)

Białka Polisacharydy Lipidy Elementy kapsuły (BPB) (PAS) (Sudan czarny B) Osłona żółtkowa (P, D) 4- 4- Osłona żółtkowa (L) 4-4“ 4-4- 4- Chorion (P, D, L): Warstwa wewnętrzna + + (+)

Warstwa zewnętrzna 4- 4-4- -

Ekstrachorion (P, D) 4-4- 4- - Ekstrachorion 1-warst. (L) (+) (+) -

Ekstrachorion 2-warst. (L) + 4- -

Ekstrachorion 3-warst. (L) + 4- - Struktury grzybkowate (P, D):

Kapelusz 4-+ 4- -

Trzonek 4-4- 4-4- -

Dysk czepny (P, D):

Rejon zewnętrzny 4-4- - -

Rejon centralny - 4-4- (+)

Stylik - -H- (+)

Reakcja: - = negatywna; (+) = słabo pozytywna; + = pozytywna; ++ = silnie pozytywna. 60

Jak wynika z tabeli 1, kapsuły jajowe dwu porównywanych grup widelnic, rozwija jących się w odmiennych środowiskach: słabego prądu wody (Euholognatha) i silnego prądu (Systellognatha), wykazują zbliżony skład chemiczny osłon (warstw), ale znacz nie różnią się morfologicznie. Sukces rozrodczy widelnicom systellognatycznym za pewniają grube, twarde, wielowarstwowe osłony, o kamuflażowym zabarwieniu, chro niące zarodki przed drapieżnikami i uszkodzeniami mechanicznymi. Warstwy hydro fobowe: lipidy osłony żółtkowej (Leuctra) czy też wewnętrznej warstwy chorionu {Perla, Dinocras) oraz białkowo-polisacharydowy ekstrachorion - warstwa galareto wata wraz ze strukturami grzybkowatymi zapobiegają wyparowaniu wody z jaja/zarodka w środowisku lądowym. Porowaty chorion zapewnia sprawną wymianę gazową. Wyspecjalizowane rejony kapsuły, np. dyski czepne, umożliwiają długotrwałe przytwierdzanie jaj do podłoża (Zwick, 1996) i zapobiegają przemieszczeniu ich przez prąd wody z optymalnych dla rozwoju danego gatunku nisz do miejsc niekorzystnych. Na uwagę zasługuje skład chemiczny struktuiy czepnej Perla. Zewnętrzna warstwa dysku - białkowa, o konsystencji żelatyny, łatwo dopasowuje swój kształt do podłoża (co obserwowano także u innych gatunków Perloidea, np.: Perlodeś). Centralna część dysku oraz stylik są polisacharydowe (Tabl. XVII: 5, 6). Struktury te pęcznieją w wo dzie, a ponadto wytrzymałe są na rozciąganie. Stylik można rozciągnąć nawet 10- krotnie, co zapobiega oderwaniu jaja od podłoża przez mocniejszy prąd wody (Hinton, 1981; Rościszewska, 199la). Powierzchnia dysku jest znacznie zwiększona dzięki licznym fałdom i strukturom. Kształt tych struktur jest specyficzny gatunkowo (Stark i Szczytko, 1988a, b; Rości szewska, 199 la, 1996a). IX. RÓŻNORODNOŚĆ KAPSUŁ JAJOWYCH WIDELNIC I JEJ WYKORZYSTANIE W BADANIACH TAKSONOMICZNYCH

Struktura kapsuł jajowych widelnic różnych środowisk

Kapsuły jajowe widelnic zaliczanych do grup: Euholognatha i Systellognatha wy kazują znaczne różnice strukturalne. W pierwszej z wymienionych grup kapsuły charakteryzują się prostą budową - cienkim, delikatnym, miękkim chorionem, pozbawionym zróżnicowania regionalnego i warstwowego, oraz ekstrachorionem, intensywnie pęczniejącym w wodzie, lepkim, stanowiącym warstwę adhezyjną i ochronną. W drugiej grupie (Systellognatha) kapsuły wyróżniają się chorionem grubym, twar dym, morfologicznie skomplikowanym, wyraźnie zróżnicowanym na warstwy i rejony, a ponadto wyposażone są w wyspecjalizowane struktury czepne (dyski czepne). Eks- trachorion stanowi cienką warstwę, która wkrótce po złożeniu jaj do wody zanika. W obu jednak grupach ekstrachorion pełni podobne, istotne funkcje: skleja jaja w ko kon, w okresie lądowym zabezpiecza je przed wysychaniem. Należy dodać, że u niektórych przedstawicieli obu grup, np.: Protonemura intricata (Euholognatha) i Isoperla rivulorum (Systellognatha), zaobserwowano podobną strategię rozrodczą, w której ekstrachorion przyczynia się do rozproszenia jaj z kokonu w różne miejsca. W konsekwencji, ryzyko, że wszystkie jaja złoża trafią na niedogodne warunki roz woju czy też znajdą się w zasięgu naturalnych wrogów, zmniejsza się. Na podstawie różnic środowisk rozwoju porównywanych grup widelnic wydaje się oczywiste, że wiele spośród wymienionych wyżej różnic strukturalnych kapsuł jajo wych w tych grupach są adaptacjami do warunków środowiska. Środowisko rozwoju Euholognatha - zimne, dobrze natlenione wody źródeł i górnego biegu strumieni stwa rzają optymalne warunki tlenowe; spokojny prąd wody nie powoduje większych uszkodzeń mechanicznych. W pobliżu źródeł występuje też niewielka liczba natural nych wrogów - drapieżnych larw innych owadów, ryb itp. W wyżej opisanych warun kach dobrym przystosowaniem są cienkie osłony jajowe, umożliwiające wydajną wy mianę gazową, a pęczniejący w wodzie, gruby i lepki ekstrachorion zapewnia adhezję oraz zabezpiecza przed urazami mechanicznymi. Widelnice z grupy Systellognatha, rozwijające się w warunkach silnego prądu wody, wykształciły grube i twarde kapsuły „ochronne”. W tym przypadku, sprawne oddychanie zapewnia zarodkom system ka nałów przebijających warstwy chorionu. Należy dodać, że niektóre Systellognatha 62 przystosowały się do rozwoju w wodach tropikalnego klimatu Ameryki Środkowej i Południowej, dokąd, według jednej z hipotez, z Azji (lub Europy) przedostały się, gdy Afryka i Ameryka były jeszcze połączone (w kredzie). Zdaniem Zwicka (2000), szlak „afrykański” wydaje się prawdopodobny, gdyż największą różnorodność Anacroneu- riini wykazano we wschodniej części Ameryki Południowej, zasiedlonej równocześnie przez inne zwierzęta dawnej Gondwany, występujące również w Afryce, np. pewne gatunki ryb słodkowodnych. Na podstawie badań Rościszewskiej (200 lb, obecne wyniki) oraz Fenoglio i Rości- szewskiej (nieopublikowane) wydaje się, że strategią umożliwiającą efektywną wy mianę gazową w warunkach stosunkowo małej zawartości tlenu w wodzie tropików było m.in. wytworzenie przez te owady bardzo cienkich kapsuł jajowych. Widelnice, ze względu na konserwatyzm, brak zdolności przystosowywania się do zmian środowiska, a zwłaszcza do pogarszających się warunków tlenowych (Brittain, 1997; Nelson, 1996, 1997; Stewart i wsp., 1990, 2001), wynikających ze wzrostu za nieczyszczenia wód, są jednymi z najbardziej zagrożonych owadów (Landa i wsp., 1997; Soldan i wsp., 1998). Wydaje się, że sukces ewolucyjny osiągnęły, podobnie jak inne owady, dzięki wysokiej rozrodczości wynikającej z zastosowania takich strategii, jak: wytwarzanie licznych jaj, różnicowanie miejsc i czasu ich rozwoju (Yoshimura, 1999; 2001), a w szczególności wytworzenie kapsuł jajowych, dostosowanych do wa runków danego środowiska rozwoju.

Wykorzystanie charakterystyki kapsuł jajowych w taksonomii

Kapsuły jajowe widelnic charakteryzują się gatunkowo-specyficzną rzeźbą po wierzchni chorionu. Również struktury czepne przedstawiają charakterystyczne dla danego taksonu: kształt, wielkość i ornamentację powierzchni. Cechy morfologiczne kapsuł jajowych stanowią ważne kryterium w badaniach tak sonomicznych Plecoptera (Lillehammer i Okland, 1987; Stark, 1986; Stark i Szczytko, 1982, 1984, 1988a; Sivec i wsp., 1988; Sivec i Stark, 2002; Isobe, 1997). Isobe (1997) przebadał 34 gatunki systellognatycznych widelnic z obszarów nearktycznych (Ame ryki i Azji), zaliczanych do 2 nadrodzin: Pteronarcyoidea: Pteronarcyidae i Peltoperli- dae oraz Perloidea: Perlidae, Perlodidae i Chloroperlidae. Porównywał cechy struktur czepnych, takie jak: kształt dysków, rzeźbę ich powierzchni, rozmieszczenie struktur grzybkowatych. Na podstawie tego porównania ustalił linię rozwoju powierzchni dys ków i wzory rozmieszczenia struktur grzybkowatych. Autor stwierdził duże podobień stwa w obrębie nadrodziny Perloidea, a zarazem wiele rozbieżności wśród Pteronarcy oidea. Prezentowane w niniejszym opracowaniu wyniki badań kapsuł jajowych widel nic z rodzin: Perlidae i Perlodidae (Perloidea) są zgodne z wyżej omówionymi i uzu- pełniająje. PODSUMOWANIE I WNIOSKI

Najważniejsze wyniki badań prezentowanych w niniejszej rozprawie są następujące: 1. Owariola widelnic jest typu panoistycznego. 2. W germariach larwalnych tworzą się grona cystocytów, lecz są one nietrwałe. 3. Witelogeneza jest typu mieszanego. We wczesnej fazie procesu (w jajnikach sa mic, jak i w jajnikach akcesorycznych, występujących u samców) żółtko powstaje autosyntetycznie, tj. przy udziale organeli własnych oocytu. Następnie, w jajnikach samic witelogeneza odbywa się na typowej dla owadów drodze heterosyntezy. Jajniki samców wkrótce degenerują. 4. Proces choriogenezy rozpoczyna się we wczesnej oogenezie, niekiedy już w prewitelogenezie. Osłony jajowe Leuctra autumnalis (Euholognatha) są typu mie szanego: I i II-rzędowe. 5. Kapsuły jajowe: Euholognatha: zazwyczaj kuliste, cienkie, prostej budowy, słabo zróżnico wane lub niezróżnicowane regionalnie. Ekstrachorion gruby, ochronny i adhe- zyjny. Systellognatha: polimorficzne, grube, zróżnicowane warstwowo i regional nie. Zawsze wyposażone w wyspecjalizowane struktury mocujące (adhezyjne). Ekstrachorion cienki, zróżnicowany. 6. Przednie końce jajników/jajowodów zrośnięte. 7. W męskim układzie rozrodczym niektórych widelnic z grupy Systellognatha wy stępuje jajnik akcesoryczny.

Przedstawione wyżej wyniki zgodne są z powszechnie akceptowanym poglądem, zakładającym, że Plecoptera są owadami pierwotnymi (patrz: punkty: 1-7; Tab. II). Niniejsze badania potwierdzają ponadto koncepcję Zwicka (2000), według której siostrzane grupy: Euholognatha i Systellognatha są grupami monofiletycznymi. Cechami autapomorficznymi Systellognatha są: 1. Krótkie owariole. 2. Brak fi lamentów końcowych. Osłony jajowe Systellognatha wykazują cechy charakterystyczne dla większości owadów, są one: (a) wielowarstwowe, (b) skomplikowane morfologicznie, (c) zróżni cowane regionalnie. Według Zwicka (2000), słabo zróżnicowane warstwowo i regio nalnie kapsuły jajowe Euholognatha stanowią autapomorfię tej grupy. 64

Tabela II. Budowa jajników i kapsuł jajowych widelnic z grup Euholognatha i Systellognatha - porównanie

EUHOLOGNATHA SYSTELLOGNATHA

Jajnik Typ panoistyczny panoistyczny Grona komórek płciowych występują występują w germariach Germarium - dojrzałe funkcjonalne degenerujące Liczba oocytów w witelarium około 20 około 4 Choriogeneza Stadium, w którym rozpoczyna się synteza prekur prewitelogeneza środkowa witelogeneza sorów osłon Miejsce syntezy prekursorów oocyt + komórki folikulame komórki folikulame osłon jajowych Typ osłon jajowych pierwszo + drugorzędowe drugorzędowe Zróżnicowanie komórek 2 subpopulacje 5 subpopulacji folikulamych Kapsuły jajowe owalny, stożkowy, Kształt sferyczny (najczęściej) skorupy żółwia Zróżnicowanie warstwowe proste, 3-warstwowe złożone, wielowarstwowe Zróżnicowanie regionalne otwory mikropylame 5 wyspecjalizowanych regionów

Podziękowania

Pragnę wyrazić wdzięczność za przekazane mi, utrwalone do badań w mikroskopie elektronowym, zbiory widelnic następującym osobom: prof. dr. hab. S.M. Bilińskiemu (gatunki południowoamerykańskie), prof. J.E. Brittainowi z Uniwersytetu w Oslo (ga tunki australijskie) oraz dr. S. Knutelskiemu (gatunki z Pirenejów). Serdecznie dziękuję prof. P.B. Starkowi (Mississippi College, USA) oraz dr. K. Fiałkowskiemu (Instytut Nauk o Środowisku, UJ) za ekspertyzę taksonomiczną. Słowa wdzięczności winna jestem prof. dr. hab. A. Ogorzałkowi i jeszcze raz prof. dr. hab. S.M. Bilińskiemu, którzy jako pierwsi zachęcali mnie do podjęcia niniejszych badań, okazując mi wiele życzliwości i zainteresowania. Dziękuję Paniom: mgr Władysławie Jankowskiej, mgr Elżbiecie Kisiel i dr Beacie Szymańskiej, a także dr Jadwidze Faber z pracowni SEM Instytutu Zoologii UJ za niezwykle kompetentną pomoc techniczną. Pragnę także gorąco podziękować prof. dr. hab. Czesławowi Jurze za okazaną mi życzliwość, słowa zachęty i miłą atmosferę pracy. PIŚMIENNICTWO

Andrew, R.J., Tembhare, D.B. (1992). Surface ultrastructure of the egg chorion in the dragonfly, Ictinogomphus rapax (Rambur) (Odonata: Gomphidae). Int. J. Insect Morphol. Embryol., 21: 347-350. Belles, X., Cassier, P., Cerda, X. (1993). Induction of choriogenesis by 20-hydroxyecdysone in the German cockroach. Tissue Cell, 25: 195-204. Biliński, S. (1976). Ultrastructure studies on the vitellogenesis of Tetrodontophora bielanensis (Waga) (Collembola). Cell Tissue Res., 168: 399-410. Biliński, S. (1977). Oogenesis in Acerentomon gallicum Jonescu (Protura). Cell Tissue Res., 179: 401-412. Biliński, S. (1979). Oogenesis in Campodea sp. (Diplura). The ultrastructure of the egg chamber during vitellogenesis. Cell Tissue Res., 202: 133-143. Biliński, S.M. (1987). Heterocellular gap junctions in vitellogenic follicles of Campodea sp. (Diplura). W: Recent Advances of Insect Embryology in Japan and Poland. H. Ando, Cz. Jura (red.). Arthropod Embryol. Soc. Jap., ISSEBU Co Ltd., Tsukuba: 19-22. Biliński, S. (1993). Oogenesis in Campodea sp. (Insecta: Diplura): Chorion formation and the ultra structure of follicle cells. Cell Tissue Res., 228: 165-170. Biliński, S. (1994). The ovary of Entognatha. W: The Insect Ovary. Ultrastructure, Previtellogenic Growth and Evolution. J. Biining (red.). Chapman and Hall, London: 7-30. Biliński, S.M. (1998). Filogeneza owadów a struktura i ultrastruktura ich jajników. Przegl. Zool., 62: 33—48. Biliński, S., Klag, J. (1977). The oogenesis in Acerentomon gallicum Jonescu (Protura). An ultrastructural analysis of chorion formation. Acta Biol. Crac., Seria Zool., 20: 101-106. Biliński, S., Klag, J. (1994). Budowa jajników i zarys przebiegu oogenezy owadów. W: Ultrastruktura i funkcja komórki, tom 6: Oogeneza. S. Biliński, Z. Bielańska-Osuchowska, J. Kawiak, A. Przełęcka (red.). PWN, Warszawa: 30-35. Biliński, S., Hagę, W.J., Bluemink, J.G. (1985). Gap junctions between the follicle cells and the oocyte during oogenesis in an insect, Tribolium destructor. Wilhelm Roux Arch. Dev. Biol., 194: 296-300. Biliński, S.M., Jankowska, W. (1987). Oogenesis in the bird louse Eomenacanthus stramineus (In secta, Mallophaga). I. General description and structure of the egg capsule. Zool. Jb. Abt. Anat., 116: 1-12. Biliński, S., Szklarzewicz, T. (1987). Ultrastructural modifications of the follicular epithelium ac companying the onset of vitellogenesis in the whirligig beetle, Gyrinus natator. Cell Tissue Res., 249: 209-214. Biliński, S.M., Szklarzewicz, T. (1992). The ovary of Catajapyx aquilonaris (Insecta, Entognatha): ultrastructure of germarium and terminal filament. Zoomorphology, 112: 247-251. Biliński, S.M., Biining, J. (1998). Structure of ovaries and oogenesis in the snow flea Boreus hyemalis (Mecoptera: Boreidae). Int. J. Insect Morphol. Embryol., 27: 333-340. 66

Biliński, S.M., Büning, J., Simiczyjew, В. (1998). Mecoptera: basic similarities and one exception to the rule. Folia Histochem. Cytobiol., 36: 189-185. Bitsch, J. (1980). Ultrastructure de l’epithelium folliculaire et des enveloppes de 1’ovocyte chez Lepismachilis targionii (Grassi) (Thysanura: Machilidae). Int. J. Insect Morphol. Embryol., 9: 25- 40. Bitsch, V., Bisch J. (1988). 20-hydroxyecdysone and ovarian maturation in the firebat Thermobia domestica (Thysanura: Lepismatidae). Arch. Insect Biochem. Physiol., 7: 281-293. Bitsch, J., Palévody, C. (1980). La vitellogenese des insectes apterygotes. Bull. Soc. Zool. France, 105:419-425. Bockeler, W. (1984). Ovarmorfologie und Oogenese bei Reighardia sternae. Ein Beitrag zur Frage der systematischen Stellung der Pentastomida. Zool. Jb. Abt. Anal. Ont. Tiere, 111: 175—193. Brandt, A. (1874). Ueber die Eiroehren der Blatta orientalis (Periplaneta). Mem. Acad. Imp. Sci., Vllme Ser., 21: 1-30. Brittain, J.E. (1997). Egg development in Thaumatoperla, an endangered stonefly genus endemic to the Australian Alps (Plecoptera: Eustheniidae). W: Proceedings of the International Congress of Ephemeroptera and Plecoptera. Biology-Ecology-Systematics. Lausanne, August 1995. P. Lan- doldt, M. Sartori (red.). Mauron, Tinguely and Lachat, Fribourg: 30-34. Büning, J. (1993). Germ cell cluster formation in insect ovaries. Int. J. Insect Morphol. Embryol., 22: 237-253. Büning, J. (1994). Mesodermal tissues of the ovary. W: The Insect Ovary, Ultrastructure, Previtello- genic Growth and Evolution. J. Büning (red.). Chapman and Hall, London, Weinheim, New York: 40-92. Büning, J. (1996). Germ cell cluster variety creates diversity of ovary types in insects. Verh. Dtsch. Zool. Ges., 89: 123-137. Büning, J. (1998). The ovariole: Structure, Type, and Phylogeny. W: Microscopic Anatomy of Inver tebrates, Vol. 11C: Insecta, Wiley-Liss, Inc.: 897-932. Büning, J. (2000). Oogenesis in Coleóptera and Neuropterida: Common roots. XXI Int. Congress of Entomology, Brazil 2000. Abstracts, Vol. 2: 766. Büning, J., Sohst, S. (1988). The flea ovary: ultrastructure and analysis of cell clusters. Tissue & Cell, 20: 783-795. Büning, J., Maddison, D.R. (1998). Surprising ovary structure at the base of Coleóptera. Proc. 6th European Congress of Entomology, 1: 182. Chen, T.T., Wyatt, G.R. (1981). Juvenile hormone control of vitellogenin synthesis in Locusta mi gratoria. W: Regulation of insect development and behavior. Int. Conf., Part II. Prace Nauk. Po- litech. Wroclaw, 22: 535-566. Fiałkowski, W., Rościszewska, E. (1994). Morphology of a freshly hatched larva of stonefly Perla pallida Guerin, 1838 (Plecoptera: Perlidae). Acta Biol. Crac., Seria Zool., 36: 31-35. Gaino, E., Mazzini, M. (1987). Scanning electron microscopy of the egg attachment structures of Electrógenozebrata (Ephemeroptera, Heptageniidae). Trans. Amer. Microsc. Soc., 106: 114-119. Gaino, E., Mazzini, M. (1988). The fine structure of the chorionic projections of the Rhithrogena kimminsi Thomas (Ephemeroptera, Heptageniidae) and their role in egg adhesion. Int. J. Insect Morphol. Embryol., 17: 113-120. Gaino, E., Mazzini, M. (1989). Chorionic adhesive material of the egg of the mayfly Habrophlebia eldae (Ephemeroptera: Leptophlebiidae): morphology and synthesis. Boll, di Zool., 56: 291-298. Gaino, E., Mazzini, M. (1990a). Follicle cell activity in the ovarioles of Habrophlebia eldae (Ephem eroptera: Leptophlebiidae). Trans. Amer. Microsc. Soc., 109: 300-310. Gaino, E., Mazzini, M. (1990b). Ultrastructural organization of the oviducts of the mayfly Habro phlebia eldae (Ephemeroptera, Leptophlebiidae). Boll. Zool., 57: 241-246. Gaino, E., Mazzini, M., Degrange, C., and Sowa, R. (1989). Etude en microscopie a balayage des oeufs de quelques especes de Rhithrogena eaton groupe Alpestris (Ephemeroptera, Heptagenii dae). Vie Milieu, 39: 219-229. 67

Gaino, E., Bongiovanni, E. (1992a). Comparative morphology of epithemata (polar chorionic struc tures) in the eggs of Ephemerella ígnita (Ephemeroptera: Ephemerellidae. Transactions of the American Microscopical Society, 111: 255-265. Gaino, E., Bongiovanni, E. (1992b). The egg of Pseudocentroptilum pennulatum: a scanning electron microscopy (SEM) study. Boll. Soc. Ent. ¡tal. Genova, 123: 195-200. Gaino, E., Bongiovanni, E. (1993). Scanning electron microscopy of the eggs of Palingenia longi- cauda Olivier (Ephemeroptera, Palingeniidae). Int. J. insect Morphol. Embryol., 22: 41-48. Gottanka, J., Büning, J. (1990). Oocytes develop from interconnected cystocytes in the panoistic ovary of Nemoura sp. (Pictet) (Plecoptera, Nemouridae). Int. J. Insect Morphol. Embryol., 19: 219-225. Gottanka, J., Büning, J. (1993). Mayflies (Ephemeroptera), the most “primitive” winged insects, have telotrophic, meroistic ovaries. Roux’s Arch. Dev. Biol., 203: 18-27. Hanada, S., Isobe, Y., Wada, K. (1992). Behaviors of adults stoneflies of Microperla brevicauda Kawai and Kamimuria tibialis (Pictet) (Plecoptera: Insecta). Biol. Ini. Wat., 4: 27-39. Harper, P.P., LeSage, L., Lauzon, M. (1993). Life cycle of Podmosta macdunnoughi (Ricker) in the Lower Laurentians, Quebec (Plecoptera: Nemouridae), with discussion on embryonic diapause. Can. J. Zool., 71: 2136-2139. Hennig, W. (1981). The phylogenetic development of the Insecta. W: Insect Phylogeny. A.C. Pont (red). J. Wiley and Sons, New York: 87—422. Herbaut, C. (1974). Etude cytochemique et origine des enveloppes ovocytaire chez Lithobius forfica- tus (L.) (Myriapode, Chilopode). W: Myriapoda. Symposium of Zoological Society. J.G. Blower (red.). Academic Press, London: 32: 237-247. Hinton, H.E. (1981). Biology of Insects Eggs. Pergamon Press, Oxford. Ikuta, K., Makioka, T., Amikura, R. (1997). Eggshell ultrastructure in Argulus japonicus (Branchi- ura). J. of Crustacean Biol., 17: 45-51. Isobe, Y. (1997). Anchors of stoneflies eggs. W: Proceedings of the International Congress of Ephemeroptera and Plecoptera. Biology-Ecology-Systematics. Lausanne, 1995. P. Landoldt, M. Sartori (red.). Mauron, Tinguely and Lachat, Fribourg: 349-361. Jop, K., Szczytko, S.W. (1984). Life cycle and production of Isoperla signata (Banks) in a central Wisconsin trout streem. Aquatic Insects, 6: 81-100. Junker, H. (1923). Cytologische Untersuchungen an den Geschlechtsorgane der halbzwitteringen Steinfliege Perla margínala (Panzer). Arch. Zellforsch., 17: 185-259. Jura, Cz. (1972). Development of apterygote insects. W: Developmental Systems: Insects. S.J. Counce, C.H. Addington (red.). Academic Press, London, Vol. 1: 49-94. Jura, Cz. (1983). Oogeneza. W: Podstawy Embriologii Zwierząt, 3 B., 2. Cz. Jura (red.). PWN, War szawa: 92-119. Jura, Cz., Krzysztofowicz, A. (1992). Initiation of embryonic development in Tetrodontophora bielanensis (Waga) (Collembola: Family) eggs: meiosis, polyspery, union of gametes and first cleavage. Int. J. Insect Morphol. Embryol, 21: 87-94. Kaulenas, M.S. (1992). Insect accessory reproductive structures. W: Zoophysiology. S.D. Bradshaw i wsp. (red.). Springer-Verlag, Berlin: 31: 38-75. Kessel, R.G., Ganion, L.R. (1979). Localization of horseradish perioxidase in the panoistic dragonfly ovary. J. Submicrosc. Cytol., 11: 313-324. King R.C., Büning, J. (1985). The origin and functioning of insect oocytes and nurse cells. W: Com prehensive Insect Physiology, Biochemistry and Pharmacology. Vol. 1. G.A. Kerkut, L.l. Gilbert (red.). Pergamon Press, Oxford: 37-82. Kis, B. (1974). Plecoptera, Insecta. W: Fauna Republicii Socialiste Romania. 8 Academiei Republicii Socialiste Romania, Bucuresti. Kishimoto, T., Ando, H. (1985). External features of the developing embryo of the Stonefly, Kami muria tibialis (Picet) (Plecoptera, Perlidae). J. Morphol., 183: 311-326. 68

Kisiel, E., Kubrakiewicz, J., Biliński, S.M. (1994). Formation of the egg envelope in the collembolan, Orchesella flavescens (Enognatha, Collembola). Zool. Pol., 39: 69-78. Klag, J., Biliński, S. (1984). Ovaries of Protura are meroistic: ultrastructural studies. Cytobios, 39: 183-189. Klapalek, F. (1896). Ueber die Geschlechtstheile der Plecopteren, mit besonderer Beruecksichtigung auf die Morphologie der Genitalanhange. Sitzungsbericht der Kaiserl. Akademie der Wisserschaften, Wien, Math.- nat. KI., 105: 1-56. Kłonowska-Olejnik, M. (1997). The use of egg morphology in the taxonomy in some species of the genus Rhithrogena (Ephemeroptera, Heptageniidae). W: Proceedings of the International Congress of Ephemeroptera and Plecoptera. Biology-Ecology-Systematics. Lausanne, 1995. P. Landoldt, M. Sartori (red.). Mauron, Tinguely and Lachat, Fribourg: 372-381. Knispel, S., Rościszewska, E., Vinçon, G., Lubini, V. (2002). The status of Périodes Jurassicus. Swiss Bull. Entomol., 75: 183-189. Koeppe, J.K., Fuchs, M., Chen, T.T., Hunt, L.M., Kovalick, G.E., Briers, T. (1985). The role of juve nile hormone in reproduction. W: Comprehensive Insect Physiology, Biochemistry and Pharma cology. Vol. 8. G.A., Kerkut, L.I., Gilbert (red.). Pergamon Press, Oxford: 165-203. Koss, R.W., Edmunds, G.F. (1974). Ephemeroptera eggs and their contribution to phylogenetic stud ies of the order. Zool. J. Linnean Soc., 55: 267-349. Krzysztofowicz, A. (1971). Histochemical and autoradiographic analysis of RNA synthesis in trophic cells of the female gonad in Tetrodontophora bielanensis (Waga) (Collembola). Acta Biol. Crac., Seria Zool., 14: 299-305. Krzysztofowicz, A., Kisiel, E. (1986). Morphogenesis of first egg envelope in Tetrodontophora bielanensis (Waga) (Collembola). Preliminary studies. 2-nd Int. Seminar on Apterygota: 281— 285. Krzysztofowicz, A., Kisiel, E. (1989). Further studies on the morphogenesis of the first and second egg envelopes of Tetrodontophora bielanensis (Waga) (Collembola). W: 3rd Int Seminar on Ap terygota. R. Dallai (red.). University of Siena, Siena. Książkiewicz-Kapralska, M. (1992). Organizacja komory odżywczej w jajnikach pluskwiaków. Zesz. Nauk. UJ. Prace Zool., 39: 7-26. Kubrakiewicz, J. (1991). Egg envelopes in Diplopods. A comparative ultrastructural study. Tiss. Cell, 236: 561-566. Kubrakiewicz, J. (1998). Struktura i funkcja zespołów komórek płciowych w politroficznych owariolach sieciarek (Insecta: Neuroptera). Wyd. Uniw. Wrocł., Wrocław. Kunkel, J.G., Nordin, J.M. (1985). Yolk proteins. W: Comprehensive Insect Physiology. Biochemis try and Pharmacology. Vol. 1. G.A. Kerkut, L.l. Gilbert (red.). Pergamon Press, Oxford: 83-114. Landa, V., Zahradkova, S., Soldàn,T., Helesic, J. (1997). The Morava and Elbe river basins, Czech Republic: a comparison of long-term changes in mayfly (Ephemeroptera) biodiversity. W: Pro ceedings of the International Congress of Ephemeroptera and Plecoptera. Biology-Ecology- Systematics. Lausanne, 1995. P. Landoldt, M. Sartori (red.). Mauron, Tinguely and Lachat, Fri bourg: 219-227. Larink, O., Biliński, S. (1989). Fine structure of the egg envelopes of one proturan and two collem bolan genera (Apterygota). Int. J. Insect Morphol. Embryol., 18: 39-45. Litwin, J.A. (1985). Light microscopic histochemistry on plastic sections. Progress in Histochemistry and Cytochemistry. 16: 1-84. Lillehammer, A., Okland, B. (1987). Taxonomy of stonefly eggs of the genus Isoperla (Plecoptera, Perlodidae). Fauna Norvegiae, Seria B, 34: 121-124. Ludwig, H. (1874). Ueber die Eibildung in Therreiche. Arb. Physiol. Lab. Wuertzburg, 1: 287-510. Lupa, B., Kim, J.K., Biliński, S.M. (1999). The ovary of Neotituria kongosana (Hemiptera, Cicado- morpha: Ledridae). Ultrastructure of the tropharium and terminal filament. Folia biol. (Kraków), 47: 123-130. 69

Margaritis, L.H. (1985). Structure and physiology of the egg shell. W: Comprehensive Insect Physi ology Biochemistry and Pharmacology. Vol. 1. Embryogenesis and Reproduction. G.A. Kerkut, L.I. Gilbert (red.). Pergamon Press, Oxford: 153-226. Margaritis, L.H., Mazzini, M. (1998). Structure of the egg. W: Microscopic Anatomy of Inverte brates: Insecta. Wiley-Liss Inc., Vol. 11C, 39: 995-1037. Marten, M., Zwick, P. (1989). The temperature dependence of embryonic and larval development in Protonemura intricata (Plecoptera: Nemouridae). Freshwater Biology, 22: 1-14. Matsuda, R. (1976). Morphology and evolution of the insect abdomen. Pergamon Press, Oxford: 156- 158. Matsuzaki, M., Sasaki, A., Komuro, M. (1985). Panoistic ovarioles of the dobsonfly, Protohermes grandis (Megaloptera, Corydalidae). W: Recent Advances in Insect Embryology in Japan. H. Ando, K. Miya (red.). Isebu, Tsukuba: 13-23. Nelson, C.H. (1996). Analysis of plecopteran assemblages along an altitudinal gradient in the great smoky mountains, Tennessee. J. Tennessee Acad. Sci., 71: 29-35. Nelson, C.H. (1997). Descriptions of the female, nymph, egg and redescription of the male of Amphi- nemura mockfordi (Plecoptera: Nemouridae). Ent. News, 108: 107-112. Ogorzałek, A. (1987). Inductive effect of oocyte nucleus on ovarian follicle morphogenesis in water bugs Heteroptera. W: H. Ando, Cz. Jura (red.). Recent Advances in Insect Embryology in Japan and Poland, Arthropod. Embryol. Soc. Jap., Isebu, Tsukuba: 51-67. Poprawa, 1., Baran, A., Rościszewska, E. (2002). Structure of ovaries and formation of egg envelopes in the stonefly, Leuctra autumnalis Aubert, 1948 (Plecoptera: Leuctridae). Ultrastructural studies. Folia biol., Kraków, 50: 29-38. Postlethwait, J.H., Giorgi, F. (1985). Vitellogenesis in insects. W: Developmental Biology, A Com prehensive Synthesis. Vol. 1. Oogenesis. L.W. Browder (red). Plenum Publ., 85-126. Pritsch, M., Bunning, J. (1989). Germ cell cluster in the panoistic ovary of Thysanoptera (Insecta). Zoomorphology, 108: 309—313. Regier, J.C., Mazur, G.D., Kafatos, F.C., Paul, M. (1982). Morphogenesis of silkworm chorion: initial framework formation and its relation to synthesis of specific proteins. Dev. Biol., 92: 152-174. Rościszewska, E. (1987). Ultrastructure of the attachment disk in Perla sp. W: Recent Advances in Insect Embryology in Japan and Poland. H. Ando and Cz. Jura (red.). Arthropod. Embryol. Soc. Jap., Isebu, Tsukuba: 281-286. Rościszewska, E. (1989). Oogenesis of the stone fly Perla sp. (Insecta, Plecoptera). Morphology of adult female gonad. Zool. Jb. Abt. Anat., 118: 335-364. Rościszewska, E. (1991a). Ultrastructural and histochemical studies of the egg capsules of Perla marginata and Dinocras cephalotes (Plecoptera, Perlidae) stone flies. Int. J. Insect Morphol. Em bryol., 20: 189-203. Rościszewska, E. (1991b). Morphological changes developing after oviposition on capsule surface of Isoperla rivulorum (Plecoptera, Perlodidae). Zool. Jb. Abt. Anat., 121: 253-258. Rościszewska, E., Jankowska, W. (1993). Morphological studies of the egg capsule during eclosion and of the first instar nymph of stone fly Perla pallida (Plecoptera: Perlidae). Zool. Jb. Abt. Anat., 123: 347-352. Rościszewska, E. (1995). Oogenesis of the stone flies. Development of follicular epithelium and formation of the egg shell in ovaries of Perla marginata (Panzer) and Perla pallida (Guerin) (Ple coptera: Perlidae). Int. J. Insect Morphol. Embryol., 24: 253-271. Rościszewska, E. (1996a). Diversification of the follicular cells in the panoistic ovary of the stone fly Perlodes intricata (Pictet, 1841) (Plecoptera: Perlodidae) during choriogenesis. Zool. Pol., 41: 89-102. Rościszewska, E. (1996b). Egg capsule structure of the stone fly Protonemura intricata (Ris, 1902) (Plecoptera: Nemouridae). Acta Biol. Crac., Seria Zool., 38: 41—48. Rościszewska, E. (1997). Morphology of the larval ovary of stone fly, Perla marginata (Panzer) (Plecoptera: Perlidae). W: Proceedings of the International Congress on Ephemeroptera and Pie- 70

coptera. Lausanne, August 1995. P. Landoldt and M. Sartori (red.): Ephemeroptera and Plecop- tera. Biology-Ecology-Systematics, pp.: 343-348. Mauron, Tinguely and Lachat, Fribourg. Rościszewska, E. (200la). Structure of the ovaries in larvae and mature females of euholognathan stoneflies (Plecoptera). Acta Zoologica (Stockholm), 82: 307-314. Rościszewska, E. (2001b). Ultrastructure of the egg capsules of the South American stoneflies (Ple coptera: Perlidae). Proceedings of the XIV International Symposium on Plecoptera, Perugia, Italy, in press. Rościszewska, E., Soldan, T. (1999). Morphology of accessory ovaries in adult males of Perla marginata (Plecoptera: Perlidae). Eur. J. Entomol., 96: 45-51. Schoenemund, E. (1912). Zur Biologie und Morphologie einiger Perla-Arten. Zool. Jb. Abt. Anat., 34: 1-55. Simiczyjew, B. (2000). The ovaries of Nannochorista neotropica Nava's (Mecoptera: Nannochoristi- dae) are panoistic. XXI Int. Congress of Entomology, Brazil 2000. Abstracts Vol. 1: 851. Sinitschenkova, N.D. (1997). Paleontology of stoneflies. W: Proceedings of the International Con gress on Ephemeroptera and Plecoptera. Biology-Ecology-Systematics. Lausanne, 1995. P. Lan doldt, M. Sartori (red.). Mauron, Tinguely and Lachat, Fribourg: 561-565. Sivec, I., Stark, B.P., Uchida, S. (1988). Synopsis of the World Genera of Perlinae (Plecoptera: Perli dae). Scopolia, 16: 1-66. Sivec, J., Stark, B.P. (2002). The Species of Perla (Plecoptera: Perlidae): evidence from egg mor phology. Scopolia, A9. 1-33. Soldńn, T., Zahradkova, S., Helesic, 1, Dusek, L., Landa, V. (1998). Distributional and Quantitative Patterns of Ephemeroptera and Plecoptera in the Czech Republic: A Possibility of Detection of Long-term Environmental Changes of Aquatic Biotopes. Folia (Bmo), Biologia. Masaryk Uni versity, Fac. Sci., 5-304. Stark, B.P. (1986). The nearctic species of Agnetina (Plecoptera: Perlidae). J. Kansas Entomol. Soc., 59: 437^145. Stark, B.P., Szczytko, S.W. (1982). Egg morphology and phylogeny in Pteronarcyidae (Plecoptera). Ann. Entomol. Soc. Amer., 75: 519-529. Stark, B.P., Szczytko, S.W. (1984). Egg morphology and classification of Perlodinae (Plecoptera: Perlodidae). Ann. Limnol., 20: 99-104. Stark, B.P., Szczytko, S.W. (1988a). Egg morphology and phylogeny in Arcynopterygini (Plecoptera: Perlodidae). J. Kansas Entomol. Soc., 61: 143-160. Stark, B.P., Szczytko, S.W. (1988b). A new Malirekus species from Eastern North America (Plecop tera: Perlodidae). J. Kansas Entomol. Soc., 61: 195-199. Stewart, K.W., Stark, B.P. (1988). Nymphs of North American Stonefly genera (Plecoptera: Perli dae). Proceedings of the Biological Society of Washington, 11: 551-603. Stewart, K.W., Hassage, R.L., Holder, S.J. and Oswood, M.W. (1990). Life cycles of six stonefly spe cies (Plecoptera) in subarctic and arctic Alaska streams. Ann. Entomol. Soc. Am., 83: 207-214. Stewart, K.D., Nelson, C.H., Duffield, R.M. (2001). Occurrence of stoneflies (Plecoptera) in the diet of the red-spotted newt, Notophthalmus viridescens. Ent. News, 112: 225-229. Śtys, P., Biliński, S.M. (1990). Ovariole types and the phylogeny of Hexapods. Biol. Rev., 65: 401— 429. Szklarzewicz, T. (1987). Oogenesis of Nicoletia phytophila (Zygentoma, Nicoletiidae). Preliminary studies. W: Recent Advances in Insect Embryology in Japan and Poland. H. Ando, Cz. Jura (red.). Arthropod. Embryol. Soc. Japan. Isebu, Tsukuba: 69-76. Szklarzewicz, T. (1989). Ultrastructural studies on the vitellogenesis of Nicoletia phytophila (Zygen toma, Nicoletiidae). Zool. Jb. Abt. Anat., 118: 483-491. Szklarzewicz, T. (1994). Witelogeneza Owadów. W: Ultrastruktura i funkcja komórki, tom 6. Sz. Biliński, Z. Bielańska-Osuchowska, J. Kawiak, A. Przełęcka (red.). PWN, Warszawa: 62-71. Szklarzewicz, T. (1999). Struktura, rozwój i anageneza jajników czerwców (Insecta, Hemiptera, Coccinea). Uniwersytet Jagielloński, Kraków: 9-45. 71

Świątek, P. (1999). Formation of the caryosome in developing oocytes of weevils (Coleóptera, Cur- culionidae). Tissue Cell, 31: 587-593. Thomas, M.A., Walsh, K.A., Wolf, M.R., McPheron, B.A., Marden, J.H. (2000). Molecular phyloge netic analysis of evolutionary trends in stonefly wing structure and locomotor behavior. PNAS, 97: 13178-13183. Tsutsumi, T., Matsuzaki, M., Haga, K. (1995). Formation of germ cell cluster in tubuliferan thrips (Thysanoptera). Int. J. Insect Morphol. Embryol., 24: 287-296. Vogelgesang, M., Szklarzewicz, T. (2001). Formation and structure of egg capsules in scale insects (Hemiptera, Coccínea) 1. Ortheziidae. Arthropod Structure Development, 30: 63-68. Witaliński, W. (1993). Egg shells in mites: vitelline envelope and chorion in Acaridida (Acari). Ex perimental and Applied Acarology, 17: 321-344. Witaliński, W., Żuwała, K. (1981). Ultrastructural studies of egg envelopes in harvestmen (Chelicer- ata, Opiliones). Int. J. Inverteb. Reprod., 4: 95-106. Wyatt, G.R. (1991). Gene regulation in insect reproduction. W: Invertebrate Reproduction and De velopment. Balaban, Philadelphia/Rehovot: 1-35. Yoshimura, M. (1999). Life history strategies in three species of stonefly (Plecoptera). Master Thesis. Nara womens University: 56. Yoshimura, M. (2001). Difference in ovariole maturation depending on emergence date in Isoperla aizuana (Perlodidae, Plecoptera). I J M Program and Abstract Book, Universita degli Studi di Perugia, Italy, pp. 56. Zawadzka, M., Jankowska, W., Biliński, S.M. (1997). Egg shells of mallophagans and anoplurans (Insecla: Phthiraptera): morphogenesis of specialized regions and the relation to F-actin cyto skeleton of follicular cells. Tissue Cell, 29: 665-673. Zwick, P. (1973). Insecta: Plecoptera. Das Tierreich, Lief. 94. W. de Gruyter, Berlin. Zwick, P. (1996). Variable egg development of Dinocras spp. (Plecoptera, Perlidae) and the stonefly seed bank theory. Freshwater Biology, 35: 81-100. Zwick, P. (2000). Phylogenetic System and Zoogeography of the Plecoptera. Annu. Rev. Entorno!., 45: 709-746. Żelazowska, M., Biliński, S.M. (1999). Distribution and transmission of endosymbiotic microorgan isms in the oocytes of the pig louse, Haematopinus suis (1.) (Insecta, Phtiraptera). Protoplasma, 209: 207-213.

STRESZCZENIE

Do Plecoptera (widelnic) zaliczane są 2 podrzędy: Arctoperlaria (występujące na półkuli północnej) i Antarctoperlaria (widelnice półkuli południowej). Niniejsze bada nia dotyczą głównie pierwszego z nich. Wyróżniane są w nim grupy: Euholognatha i Systellognatha. Porównaniu budowy i funkcji jajników w kolejnych stadiach ich roz woju, a także organizacji kapsuł (osłon) jajowych wymienionych grup poświęcona jest niniejsza rozprawa. Widelnice są owadami dwuśrodowiskowymi; rozwój zarodkowy i larwalny odbywa się w zimnych, dobrze natlenionych wodach górskich źródeł, strumieni i rzek. Cykl życiowy - zależnie od grupy - trwa od jednego roku (Euholognatha) do kilku (najczę ściej trzech) lat (Systellognatha). Formy imaginalne żyją krótko, do kilku tygodni. W okresie godowym samice składają do wody pakiety jaj osłoniętych kapsułami jajo wymi, wyposażonymi w warstwy i/lub struktury czepne. Nieliczne gatunki wykazują niefunkcjonalny hermafrodytyzm. Jajniki widelnic, zbudowane z licznych owariol, należą do typu grzebieniastego. Już we wczesnym okresie larwalnym wzrastające owariole rozrywają osłonę jajnikową i układają się okółkowo wzdłuż jajowodów bocznych. Te ostatnie złączone są zarówno w tyle ciała (w jajowód wspólny), jak również w przedniej części. Zrośnięcie przed nich końców jajowodów bocznych jest unikatowe dla widelnic (jedna z cech świadczą cych o monofiletyzmie Plecoptera). W owariolach, germaria są słabo wyodrębnione, dobrze wykształcone są pedicele. Filamentów końcowych (=nici końcowych) u dojrzałych samic wszystkich badanych gatunków brak. Prezentowane wyniki potwierdziły, wykryte przez Gottankę i Buninga (1990) (u jednego z gatunków Euholognatha), tworzenie w germanach larwalnych widelnic gron cystocytów. Są one typowe dla zaawansowanych ewolucyjnie jajników meroistycznych. W jajnikach widelnic grona te, w późniejszych etapach rozwoju, rozpadają się i każda komórka byłego grona staje się oocytem. Tak więc, jajnik widelnic uważa ny jest za pierwotnie panoistyczny. Ponadto, stwierdzono inne cechy pierwotne jajników widelnic: mieszany typ witelogenezy (autosynteza + heterosynteza) oraz mieszany typ genezy osłon jajowych (I + 11-rzędowe). Niniejsze wyniki zgodne są więc z ogólnie akceptowanym poglądem, że Plecoptera są jednymi z najbardziej pierwotnych owadów wśród Neoptera. W niniejszej monografii szczegółowo opisana została budowa kapsuł jajowych wielu gatunków Plecoptera i podkreślona zależność budowy kapsuł jajowych od wpływów środowiska rozwoju. U Euholognatha, zamieszkujących wody powoli płyną 74 ce, kapsuły są kuliste, mają prostą budowę, są słabo zróżnicowane regionalnie, cienkie, o silnie pęczniejącej w wodzie warstwie ekstrachorionu. Ekstrachorion pełni m.in. funkcję warstwy adhezyjnej. W grupie Systellognatha, które zamieszkują wody szybko płynące, kapsuły jajowe są twarde, grube, wielowarstwowe, skomplikowane, wykazu jące zróżnicowanie warstwowe, jak i regionalne, i charakteryzują się różnorodnymi strukturami (dyskami) czepnymi. Kapsuły jajowe badanych widelnic wykazują specy fikę gatunkową, w związku z czym stanowią istotne kryterium taksonomiczne. Można też w ich budowie odnajdywać cechy wspólne rodzin. Jedna z ważniejszych strategii stosowanych przez widelnice, prowadząca do osią gnięcia sukcesu rozrodczego, to wytworzenie specyficznych kapsuł jajowych. Umoż liwiają one kamuflaż w środowisku. Są zaopatrzone w wyspecjalizowane warstwy lub struktury czepne. Ich struktura umożliwia oddzielenie jaj złoża i przemieszczenie się ich w osobne miejsca. Z porównania grup: Euholognatha i Systellognatha wynika, że są one grupami monofiletycznymi. ABSTRACT

Structure and development of the ovaries in stoneflies (Insecta: Plecoptera). Choriogenesis and egg capsules ultrastructure

The order Plecoptera (stoneflies) consists of two suborders: Arctoperlaria, inhabit ing the northern hemisphere and Antarctoperlaria, inhabiting the southern hemisphere. The present investigation focuses on Arctoperlaria which is subdivided into two groups: Euholognatha and Systellognatha. The aim of this study is to compare the structure and function of ovaries and egg capsules in representatives of these two groups of stoneflies. Stoneflies are amphibiotic insects. Their embryonic and larval development takes place in cool, well oxygenated water of mountain brooks, streams and small rivers. The life span of juvenile forms ranges from one year (Euholognatha) up to several years, typically three (Systellognatha). The life span of terrestrial imaginal forms is much shorter - up to several weeks. During the mating season, females lay egg packets into water. Each egg is covered by an egg capsule which is equipped either with special attachment (adhesive) layers and/or attachment structures. Although majority of stone flies is gonochoristic, some species show accesory hermaphroditism. The ovaries of stoneflies are organized in a comb-like manner. In the early larval stage, the growing ovarioles rupture the peritoneal sheath and position themselves cir cumferentially around lateral oviducts. The lateral oviducts join together both in the anterior and posterior parts, thus forming a characteristic oviduct ring, the unique fea ture for stoneflies (one of several features supporting Plecoptera monophyly). In the mature ovarioles, germaria are poorly distinguishable and terminal filaments are ab sent. In contrast, the pedicels are well developed. The presented results corroborate the earlier discovery reported by Gottanka and Buning (1990), that in the larval germaria (in a Euholognatha species) cystocyte clus ters are formed. Such clusters are typical for evolutionarily advanced meroistic ovaries. However, as oogenesis progresses these germ cell clusters fragment and each cystocyte becomes the oocyte. Therefore, the stonefly ovary is classified as primary panoistic. In addition, two other primitive features characterize the stonefly ovaries: /i/ a mixed type vitellogenesis (autosynthesis and heterosynthesis); /ii/ a mixed type of eggshells for mation, i.e., both primary and secondary eggshells (according to Ludwig’s classifica tion) occur. Thus, the presented results are in agreement with the notion that stoneflies represent the most primitive insects among Neoptera. 76

In the present monograph, the detailed description of the egg capsules in several Plecoptera species was given and the interdependence between the egg capsule struc ture and the environmental factors was pointed out. In Euholognatha, inhabitants of slow current waters, the capsules are simple, regionally undifferentiated, spherical, thin-walled and soft with an extrachorionic layer which strongly swells on contact with water. In Systellognatha, inhabitants of rapid current waters, the egg capsules are hard, thick-walled, multi-layered, with a complicated structure (radially and regionally dif ferentiated) and equipped with specialized attachment structures (attachment discs). The egg capsules of all of the investigated stoneflies (this and earlier studies) are spe cies specific. Therefore they can serve as important taxonomic criteria helping in de termining species. In addition, their common features can help in assigning species to a particular family. The results presented in this thesis suggest that the evolutionary success of stone flies was achieved (at least in a part) thanks to their specialised egg capsules. The egg capsules allow for a good camouflage in the habitat. They are equipped with attach ment layers and/or attachment structures. None the less, their structure and organiza tion do not hinder dispersal of individual eggs. The comparison of the ovary structure and oogenesis in the representatives of Arc- toperlaria indicates that Euholognatha and Systellognatha are monophyletic groups. OBJAŚNIENIA DO TABLIC

Tablica I

1, 2. Thaumatoperla flaveola (Eustheniidae). 1. Fragment przekroju poprzecznego przez ścianę jajowodu bocznego. Jednowarstwo wy nabłonek ścienny (E) tworzy wpuklenia skierowane do światła przewodu. M - mięśniówka. Skrawek półcienki, błękit metylenowy. X 500. 2. Fragment jajnika w okolicy zrośnięcia przednich końców jajowodów bocznych. O - owariola; LO - jajowód boczny. SEM. X 20. 3. Brachyptera risi (Taeniopterygidae). Fragment jajnika. Widoczne liczne długie owariole (O) wokół jajowodu bocznego (LO), którego ściana zbudowana jest z 2 warstw: wewnętrznej nabłonkowej (strzał ka) i zewnętrznej mięśniowej. T - tchawka. SEM. X 80 (wg Rościszewska, 2001). 4. Perlą sp. (Perlidae). Fragment przekroju poprzecznego przez jajowód boczny. MV - mikrokosmki skie rowane do światła jajowodu; N - jądro komórkowe; V - wakuola sekrecyjna. TEM. X 10 500.

Tablica II

1. Protonemura auberti (Nemouridae). Owariola dojrzałej samicy. Uwagę zwraca brak filamentu terminalnego, krótkie germarium (G) oraz witelarium zawierające liczne oocyty (O). Kontrast Nomarskie- go. X 325 (wg Rościszewska, 2001). 2. Leuctra nigra (Leuctridae). Przekrój podłużny przez witelarium owarioli dojrzałej samicy, ukazujący kolejne stadia rozwoju oocytów (O). Y - żółtko; gwiazdka - nabłonek folikulamy; strzałka - osłona żółtkowa. Błękit metylenowy. X 475 (wg Rościszewska, 2001). 3. Perlą sp. (Perlidae). Owariola dojrzałej samicy. Brak filamentu terminalnego. Zdegenerowane germa rium (G) odróżnia się od witelarium zawierającego nieliczne oocyty. Oocyt termi nalny (O) w późnej fazie choriogenezy. Kontrast fazowy (pole jasne). X 130 (wg Rościszewska, 1989). 78

4. Thaumatoperla flaveola (Eustheniidae). Fragment owarioli, uchodzącej do jajowodu bocznego (LO) za pośrednictwem pedi- celu (P). O - oocyt terminalny. Błękit metylenowy. X 150.

Tablica III

1-4. Leuctra sp. (Leuctridae). 1. Przekrój podłużny przez owariolę larwalną. G - germarium; V - witelarium; strzałka - komórka folikulama; T - filament terminalny. Błękit metylenowy. X 750 (wg Ro- ściszewska, 2001, zmienione). 2. Przekrój podłużny przez germarium larwalne. Widoczny mostek międzykomórkowy (B), świadczący o tworzeniu się gron komórek płciowych. Zróżnicowane morfolo gicznie 3 typy materiału chmurkowego „nuage” (grot); strzałki wskazują akumula cje organeli cytoplazmatycznych. ТЕМ. X 6000 (wg Rościszewska, 2001). 3. Przekrój podłużny przez owariolę larwalną. T - filament terminalny; G - germa rium. ТЕМ. X 4750 (wg Rościszewska, 2001). 4. Przekrój podłużny przez górną część witelarium owarioli dojrzałej samicy. F - ko mórka folikulama; O - oocyt; NU - jąderko: strzałka - skupienie organeli w ooplazmie; grot - „nuage”. ТЕМ. X 5500 (wg Rościszewska, 2001).

Tablica IV

1,2,3. Perlą marginata (Perlidae). Jajnik 1-rocznej larwy. 1. Przekroje podłużne przez owariolę, których pedicele ustawione okółkowo wzdłuż jajowodu bocznego. Owariolę, objęte wspólnym nabłonkiem perytonealnym, ułożo ne są względem siebie równolegle (jajnik grzebieniasty). F - komórka folikulama; G - germarium; LO - jajowód boczny, przekrój poprzeczny; O - oocyt; P - pedicel; V - witelarium; grot - nabłonek perytonealny; podwójny grot - komórka prefolikular- na; strzałka - blaszka podstawna; podwójna strzałka - oogonium; rozeta - strefa po średnia germarium/witelarium. Skrawek półcienki, błękit metylenowy. X 500. 2. Fragment witelarium, przekrój podłużny. Widoczny mostek cytoplazmatyczny (B) pomiędzy oocytami (О). ТЕМ. X 18 400. 3. Przekrój poprzeczny przez germarium. Widoczne mostki cytoplazmatyczne (B) pomiędzy sąsiadującymi oocytami (O) grona. ТЕМ. X 9200 (1, 2, 3 wg Rościszew ska, 1997).

Tablica V

1, 2. Perla marginata (Perlidae). 79

1, 2. Owariola 1-rocznej larwy (stadium A - patrz: Materiały i Metody). Fragmenty przekroju podłużnego przez witelarium. 1. Przednia strefa witelarium.Widoczne fragmenty sąsiadujących oocytów (O). D - diktiosom; F - komórka folikularna; M - mitochondrium; N - jądro oocytu; grot - oolema. ТЕМ. X 17 600. 2. Tylna strefa witelarium. Fragment oocytu terminalnego. W ooplazmie widoczne kuliste struktury elektronowo-gęste (strzałka). O - oocyt; F - komórka folikularna. Oolema (grot) nie tworzy mikrokosmków. ТЕМ. X 4600 (1, 2 wg Rościszewska, 1997).

Tablica VI

Perlą marginata (Perlidae). Jajnik akcesoryczny w męskim układzie rozrodczym. 1. Fragment układu rozrodczego 1-rocznej larwy samca. T - jądro; OV - jajnik; strzał ka - owariola; grot - gonodukt. Barwione rodamino-falloidyną. Mikroskop fluore scencyjny. X 150. 2, 3. Fragmenty przekroju podłużnego przez jajnik akcesoryczny w układzie rozrod czym dojrzałego płciowo samca. 2. Oocyty otoczone są komórkami folikulamymi (F) niejednolitej budowy, świadczącej o braku synchronizacji ich rozwoju. N - jądro oocytu z dużym jąderkiem. Błękit metylenowy. X 760. 3. Fragment oocytu (O) zawierającego liczne elektronowo-gęste kuliste struktury. F - komórka folikularna (fragment). X 5800 (2, 3 wg Rościszewska i Soldän, 1999).

Tablica VII

1-8. Perlą marginata (Perlidae). Skrawki półcienkie, przedstawiające kolejne stadia rozwoju nabłonka folikulamego (gwiazdka) w jajnikach larw i dojrzałych samic. 1, 2. Przekroje podłużne przez owariole 2-letnich larw (stadium B - patrz: Materiały i Metody). 1. Pęcherzyki jajnikowe przedniej strefy owarioli w kolejnych stadiach prewitelogenezy. Widoczny wzrost objętości oocytu (O), jak również objętości i liczby komórek folikulamych, podlegających podziałom mitotycznym. Komórki folikulame tworzą jednowarstwowy, płaski nabłonek. 2. Oocyt terminalny (O) w okresie wczesnej witelogenezy. Dalszy wzrost objętości oocytu. Widoczne również zwiększenie objętości komórek folikulamych oraz zmia na ich kształtów na sześcienne. 3-8. Przekroje podłużne przez pęcherzyki jajnikowe dojrzałej samicy. 3. Przednia część witelarium, oocyt w stadium wczesnej witelogenezy. W porównaniu z poprzednim stadium (2) nieznaczny wzrost objętości oocytu i komórek folikularnych; znaczny wzrost liczby inkluzji wewnątrz ooplazmy. 80

4. Oocyt subterminalny w stadium średnio zaawansowanej witelogenezy. Widoczny wzrost objętości oocytu (por. 3), jak również komórek nabłonka folikularnego, przyjmujących kształt cylindryczny. O - oocyt. 5, 6. Fragmenty pęcherzyka jajnikowego terminalnego w stadium późnej witelogenezy, przedstawiające subpopulacje komórek nabłonka folikularnego. 5. Zróżnicowanie komórek folikulamych na 2 subpopulacje: okolicy przedniego bie guna oocytu oraz pokrywających boczne powierzchnie oocytu. 6. Subpopulacja komórek folikulamych w rejonie tylnego bieguna oocytu (O). 7. 8. Fragmenty przekrojów podłużnych przez pęcherzyki jajnikowe w stadium późnej choriogenezy. 7. Komórki folikulame tylnego bieguna oocytu, zróżnicowane na 2 subpopulacje: wytwarzających dysk czepny (rozeta) oraz wytwarzających chorion tzw. kołnierza (gwiazka). C - kołnierz; A - dysk czepny. 8. Fragment nabłonka folikularnego, wytwarzającego chorion podstawowy. Widoczny 2-warstwowy chorion (CH) oraz ekstrachorion (strzałka). Groty - przekroje przez ukośny kanał mikropylamy. 1-8. Błękit metylenowy, mikroskop świetlny. X 500 (wg Rościszewska, 1995).

Tablica VIII

Perla marginóla (Perlidae). 1,2,3. Fragmenty przekrojów podłużnych przez owariole w różnych stadiach oogenezy. 1. Larwa 1-roczna (stadium A - patrz: Materiały i Metody). Prewitelogeneza, komórka folikulama (F) płaska. Błony komórkowe komórki folikularnej i oocytu (O) przyle gają do siebie, nie tworząc mikrokosmków. ТЕМ. X 14 000. 2. Larwa 2-letnia (stadium B). Wczesna witelogeneza. Sześcienne komórki folikularne (F) ściśle do siebie przylegają, ich cytoplazma jest uboga w organele, szczytowa część komórki tworzy nieliczne wypustki; oocyt (O) tworzy pierwsze mikrokosmki (MV), u podstawy których widoczne są pęcherzyki mikropinpcytotyczne (strzałki). ТЕМ. X 14 100. 3. Pęcherzyk jajnikowy dojrzałej samicy. Wczesna witelogeneza. Cytoplazma sze ściennej komórki folikularnej (F) zawiera liczne organele. Oolema tworzy liczne długie mikrokosmki (MV), w ooplazmie zgromadzone są kule żółtka (Y); O - oocyt. X 8000 (1,2 - wg Rościszewska, 1995).

Tablica IX

Perlą marginata (Perlidae). 1, 2. Fragmenty komórki folikularnej pęcherzyka jajnikowego w stadium średnio za awansowanej witelogenezy. 1. Część podstawowa komórki. Charakterystyczne zwoje siateczki śródplazmatycznej szorstkiej (RER) często obejmują kroplę lipidową (L). 2. Część szczytowa komórki. 81

3, 4. Późna witelogeneza (por. Tabl. VII: 5). Komórki nabłonka folikularnego wypeł nione organelami sekrecyjnymi (D, RER, V). D - diktiosom; M - mitochondrium; RER - szorstka siateczka śródplazmatyczna; V - wakuola sekrecyjna. 1-4 ТЕМ. 1. X 18 300; 2. X 16 000; 3. X 17 540; 4. X 21 300 (wg Rościszewska, 1995).

Tablica X

1. Perlą marginata\ 2, 3, 4. P. pallida (Perlidae). 1. Fragment przekroju podłużnego przez pęcherzyk jajnikowy w okresie późnej witelogenezy. W przestrzeni perioocytarnej (gwiazdka), wokół mikrokosmków oocytu (grot) gromadzą się prekursory osłony żółtkowej (strzałki). F - komórka folikularna; O-oocyt. ТЕМ. X 17 540. 2-4. Choriogeneza. Przekroje podłużne przez pęcherzyki jajnikowe. 2. Fragment apikalnej części komórki folikularnej (F), występującej w obszarze two rzenia chorionu podstawowego. Widoczne wakuole (V) i ziarna sekrecyjne (S). Po nad osłoną żółtkową widoczna elektronowo-gęsta warstwa prekursorowa chorionu (grot). Gwiazdka - przestrzeń perioocytama. ТЕМ. X 25 100. 3. Stadium tworzenia wewnętrznej warstwy chorionu. Fragmenty przylegających ko mórek folikularnych. Widoczne połączenie przegrodowe (grot) oraz desmosom pa sowy (strzałka), łączący szczytowe części komórek. ТЕМ. X 43 000. 4. Komórka folikularna we wczesnym stadium tworzenia wewnętrznej warstwy cho rionu. W cytoplazmie komórki folikularnej (F) widoczne liczne diktiosomy (D) oraz ziarna sekrecyjne (grot). Powierzchnia komórki folikularnej zwrócona do oocytu, zwiększona wskutek wytworzenia licznych mikrokosmków (MV). Chorion poprze- bijany cienkimi kanalikami (strzałka); VE - osłona żółtkowa. ТЕМ. X 13 000 (wg Rościszewska, 1995, zmienione).

Tablica XI

Perlą marginata (Perlidae). Przekroje podłużne przez pęcherzyki jajnikowe w stadium zaawansowanej choriogenezy. 1. Komórki folikulame tylnego bieguna oocytu, stadium zaawansowanej choriogenezy - przykład zróżnicowania (dywersyfikacji) komórek nabłonka folikularnego w cza sie wytwarzania różnych elementów kapsuły jajowej. Komórka A - odpowiedzialna za sekrecję polisacharydowego stylika struktury czepnej (dysku) - elektronowo- gęsta (por. tabl. XVII). Komórka B - wytwarzająca białkowy dysk czepny - elektronowo-przejrzysta. N - jądro komórki folikularnej; RER - siateczka śródplazma tyczna szorstka; gwiazdka - materiał ziarnisty, wypełniający cysterny RER. TEM. X 10 000. 2. Fragment apikalnej części komórki folikularnej (F) w okresie wydzielania zewnętrz nej warstwy (OL) chorionu. Widoczne elektronowo-gęste ziarna sekrecyjne (S) we 82

wnątrz komórki oraz materiał elektronowo-gęsty (strzałki), zgromadzony na ze wnątrz mikrokosmków. Wolne powierzchnie wewnętrznej warstwy chorionu po kryte materiałem o średniej gęstości elektronowej (gwiazdka). ТЕМ. X 17 000. 3. Fragment komórki folikulamej (F) w rejonie tylnego bieguna oocytu oraz materiał centralnej części dysku czepnego zbudowanego z ziaren (rozeta). S - pęcherzyk se- krecyjny. ТЕМ. X 14 000 (1, 2 - wg Rościszewska, 1995, zmienione).

Tablica XII

Perlą marginata (Perlidae). 1, 2. Przekrój podłużny przez pęcherzyk jajnikowy w stadium zaawansowanej choriogenezy. 1. Przykład dywersyfikacji komórek nabłonka folikulamego. Komórki tylnego bieguna oocytu różnią się organizacją siateczki śródplazmatycznej szorstkiej (RER). W ko mórce wytwarzającej dysk czepny (FA) RER tworzy rozdęte cysterny (gwiazdka), wypełnione materiałem drobnoziarnistym. W komórce wytwarzającej chorionalny kołnierz (FC) RER ułożona jest w stosy spłaszczonych cystern. D - diktiosom; M - mitochondrium; N - jądro komórki folikulamej; strzałka - ziarno sekrecyjne (por. Tabl. VII: 7 ). ТЕМ. X 8300 (wg Rościszewska, 1995). 2. Fragment komórki folikulamej (F) w rejonie podstawowej powierzchni oocytu. Strzałki wskazują ziarna sekrecyjne; grot - extrachorion. N - jądro komórkowe ТЕМ. X 8000.

Tablica XIII

Leuctra autmnalis (Leuctridae). 1-4 - jajnik dojrzałej samicy, kolejne stadia choriogenezy. Przekroje podłużne przez pęcherzyki jajnikowe w kolejnych stadiach oogenezy. 1. Prewitelogeneza. Apikalne części 2 sąsiadujących komórek folikulamych (F), zwró cone do oocytu (O). Materiał elektronowo-gęsty w komórce folikulamej (S) jest po dobny do agregatów materiału (gwiazdka) widocznego pomiędzy mikrokosmkami oocytu. W warstwie korowej oocytu liczne pęcherzyki siateczki śródplazmatycznej szorstkiej. Wewnątrz komórek folikulamych bogatych w rybosomy widoczne poje dyncze cysterny RER oraz diktiosom (D). Pomiędzy przylegającymi komórkami na błonka folikulamego widoczne są połączenia przegrodowe (grot). ТЕМ. X 42 000. 2. Wczesna witelogeneza. Komórki folikulame (F) zawierają liczne organele. Prze strzeń perioocytama wypełniona elektronowo-gęstym prekursorem osłony żółtkowej (VE). W warstwie korowej oocytu pęcherzyki z elektronowo-gęstym rdzeniem (strzałka), w głębi ooplazmy kule żółtka (Y). ТЕМ. X 5650. 3. Późna witelogeneza. Komórka folikulama (F) wypełniona organelami: stosami cy stern siateczki śródplazmatycznej szorstkiej (RER), pęcherzykami i ziarnami sekrecyjnymi (strzałki). W przestrzeni perioocytamej widoczne 2 warstwy materiałów prekursorowych osłon jajowych: osłony żółtkowej (VE) oraz chorionu (gwiazdka). 83

W warstwie korowej oocytu (O) widoczne są wakuole, zawierające elektronowo- gęste ziarna (biała gwiazdka). Materiał jednego z nich (grot) wydaje się uwalniać do przestrzeni perioocytamej; podobny materiał widoczny jest w postaci skupień na powierzchni oolemy (biała strzałka). I - przestrzeń międzykomórkowa. ТЕМ. X 8000. 4. Zaawansowana choriogeneza. Fragment komórki folikulamej zawiera liczne organele, świadczące o aktywności sekrecyjnej (stosy cystern RER, ziarna sekrecyjne - strzałki). Widoczne warstwy kapsuły jajowej: osłona żółtkowa (VE), dalej chorion (C) oraz extrachorion (ЕХ). ТЕМ. X 17 000. 5. Fragment ściany kapsuły jajowej w pełni wykształconej, jaja wypreparowanego z jajowodu. Strzałka wskazuje kanał przebijający osłonę żółtkową (VE). C - cho rion; EX - ekstrachorion; O - oocyt; Y - kula żółtka. ТЕМ. X 34 000 (1-5 wg Po prawa i wsp., 2002, zmienione).

Tablice XIV-XVII: Warstwy, rejony oraz budowa histochemiczna kapsuł jajo wych widelnic

Tablica XIV (Euholognatha)

1. Brachyptera risi (Taeniopterygidae). Grupa jaj izolowanych z jajowodu. Nieregularne kształty jaj są efektem ścisłego ich przylegania wewnątrz jajowodu. Powierzchnia kapsuły pokryta krótkimi, szczeci- niastymi wyrostkami extrachorionu. SEM. X 260. 2. Protonemura praecox (Nemouridae). Kapsuła jajowa (strzałka - mikropyle). SEM. X600. 3. Protonemura auberti (Nemouridae). Kapsuła jajowa (strzałka - mikropyle). SEM. X 525. 4. P. auberti - fragment powierzchni kapsuły jajowej w rejonie mikropyla (MI). SEM. X 5000. 5. P. praecox - fragment powierzchni z widocznym otworem mikropylamym (Ml). SEM. X 7500. 6. Leuctra sp. (Leuctridae). Kapsuła jajowa (strzałki - otwory mikropylame) SEM. X 225. 7. Protonemura intricata (Nemouridae). Fragment przekroju podłużnego przez jajo w kapsule jajowej, izolowane z jajowodu. VE - osłona żółtkowa, C - chorion; gwiazdki: pojedyncza i podwójna - warstwy ekstrachorionu. ТЕМ. X 16 000. 8. P. intricata. Fragment powierzchni kapsuły jajowej (struktura porowata). Strzałka - otwór mikropylamy. SEM. X 2500. (3 - wg Rościszewska, 200la; 7, 8 - wg Rości- szewska, 1996, zmienione). 84

Tablica XV (Systellognatha)

Perlą marginata (1, 2, 3, 5, 8); P. pallida (4, 6, 7) (Perlidae). 1. Kapsuła jajowa. W pobliżu „równika” jaja widoczny rejon mikropylamy (strzałka - kanał mikropylamy); w rejonie tylnego bieguna - kołnierz (CO). Mikroskop świetl ny. X 140. 2. Fragment kapsuły jajowej, rejon tylny. S - stylik; A - dysk czepny; strzałka - struktura grzybkowata dysku. Mikroskop kontrastowo-fazowy. X 160. 3. Fragment powierzchni chorionu o rzeźbie „plastra miodu”, strzałka - otwór mikro pylamy; gwiazdka - struktura grzybkowata. SEM. X 2850. 4..Larwa opuszczająca kapsułę jajową. Grot - linia wylęgu. SEM. X 75. 5. Przekrój podłużny przez pęcherzyk jajnikowy pod koniec choriogenezy, ujawniający warstwy kapsuły jajowej: osłonę żółtkową (przylegającą do oolemy), 2 warstwy chorionu - wewnętrzną (IL) i zewnętrzną (OL), ekstrachorion - osłona galaretowata (strzałka) ze strukturami grzybkowatymi (gwiazdka). Skrawek półcienki, błękit metylenowy. X 960. 6. Fragment przekroju podłużnego przez kapsułę jajową. O - fragment oocytu; VE - osłona żółtkowa. ТЕМ. X 25000. 7. Późna choriogeneza. Fragment przekroju podłużnego przez pęcherzyk jajnikowy w rejonie formowania chorionu podstawowego. Chorion - zbudowany z 2 głównych warstw: wewnętrznej (IL) i zewnętrznej (OL); powierzchnię tej ostatniej otacza cienka warstwa zbudowana z dwu elektronowo-gęstych warstw, oddzielonych elektronowo-przejrzystą. Struktury ekstrachorionu: warstwa galaretowata (strzałka) i struktura grzybkowata (gwiazdka). Grot wskazuje otwór kanału aeropylamego. ТЕМ. X 8000. 8. Przekrój poprzeczny przez kapsułę jajową - widoczne 2 warstwy chorionu: ze wnętrzna (OL) zbudowana z segmentów, wewnętrzna (IL) jednolita. Gwiazdka wskazuje strukturę grzybkowatą. SEM. X 900 (1, 3, 5 wg Rościszewska, 1991, zmienione; 4 - wg Rościszewska i Jankowska, 1993; 7 - wg Rościszewska, 1995, zmienione).

Tablica XVI

Perlą marginata (1, 2,3, 4); Dinocras cephalotes (5, 6) (Perlidae). 1. Fragment kapsuły jajowej. Powierzchnia wykazuje rzeźbę „plastra miodu”; w cen trum każdego z nich struktura grzybkowata. Na tylnym biegunie znajduje się dysk czepny (A), pokryty skupieniami struktur grzybkowatych (gwiazdka). SEM. X 570. 2. Fragment 1, powiększony. Powierzchnia dysku (górna część zdjęcia) tworzy liczne drobne wypustki. Grot - otwór aeropylamy; gwiazdka - struktura grzybkowata. SEM. X 2000. 3. Fragment przekroju podłużnego przez dysk czepny. Materiał dysku drobnoziarnisty, o średniej gęstości elektronowej, gwiazdka - struktura grzybkowata. ТЕМ. X 9000. 4. Tylna część kapsuły jajowej. Dla ukazania kołnierza (CO) usunięto strukturę czepną. SEM. X 850. 85

5. Fragment przekroju podłużnego przez dysk czepny; jego powierzchniowa część tworzy liczne długie wypustki (rozeta). Gwiazdka - struktura grzybkowata, (por. 3). ТЕМ. X 12 000. 6. Tylna część kapsuły jajowej. Widoczny kołnierz (CO), dysk czepny (A) oraz stylik (S). Gwiazdka - struktura grzybkowata dysku. SEM. X 412 (1, 2 - wg Rościszew ska, 1987, zmienione; 3, 4, 5-wg Rościszewska, 1991, zmienione).

Tablica XVII

Perlą marginata (Perlidae). Histochemiczna analiza budowy kapsuły jajowej. 1. Fragment pakietu jaj eksponujący dyski czepne. Widoczne zróżnicowanie dysku czepnego na części: zewnętrzną - przejrzystą i centralną - ciemną (por. 5, 6). Kon trast faz. X 160. 2,3, 4. Reakcje histochemiczne w różnych warstwach kapsuły. 2. Wykrywanie polisacharydów, reakcja PAS silnie pozytywna w zewnętrznej war stwie chorionu (gwiazdka); ekstrachorion - pozytywna; wewnętrzna warstwa chorionu - słaba. X 960. 3. Wykrywanie białek, błękit bromofenolowy (BPB): chorion - słaba reakcja pozytyw na; ekstrachorion (grot) - silna reakcja pozytywna. X 960. 4. Wykrywanie lipidów, Sudan czarny B. Słaba reakcja pozytywna - wewnętrzna war stwa chorionu (gwiazdka), pozostałe warstwy kapsuły wykazują reakcję negatywną. X 1100. 5. Struktura czepna: reakcja BPB. Zewnętrzna część dysku czepnego (A) - BPB- pozytywna (gwiazdka); centralna część dysku i stylik (S) - BPB-negatywna. X 640. 6. Struktura czepna: reakcja PAS. Zewnętrzna część dysku czepnego (A) - PAS- negatywna; centralna część dysku (gwiazdka) oraz stylik (S) - PAS-pozytywne. X 640 (2-6 wg Rościszewska, 1991, zmienione).

Tablice XVIII, XIX: Różnorodność budowy kapsuł jajowych widelnic (XVIII, XIX - Systellognatha, por.: XIV - Euholognatha)

Tablica XVIII

Isoperla grammatica (Perlodidae). 1. Kapsuła jajowa. Wklęśnięcie jednego boku (strzałki), grot - kołnierz; A - dysk czepny. 2. Fragment 1, powiększony - przednia część kapsuły. W okolicy otworów mikropylamych (strzałki) rzeźba powierzchni tworzy rozety. 3. Tylna część kapsuły jajowej. Dysk czepny (A) zawiera skupienia struktur grzybko watych (strzałka). 86

4. Znacznie powiększony fragment dysku czepnego, ukazujący pofałdowanie jego powierzchni. 1-4 SEM. 1 X 200; 2 X 670; 3 X 600; 4 X 8300.

Tablica XIX

1—4 Perlodes microcephalus (Perlodidae). 1. Fragment powierzchni chorionu z otworami mikropylarnymi (strzałka). X 420. 2. Kapsuła jaja izolowanego z pakietu przed złożeniem do wody; widok jednej z trzech bocznych powierzchni kapsuły. W części przedniej wyróżniają się wieczko (O) i li nia wylęgu (H); w okolicy równika - otwory mikropylame (strzałka); w tylnej czę ści - dysk czepny (A). X 130. 3. Tylna część kapsuły z dyskiem czepnym (A). X 230. 4. Fragment powierzchni chorionu w rejonie linii wylęgu (H). X 500. 5. 6. Anacroneuria sp. (Perlidae, Arctoperlaria półkuli południowej). 5. Jajo w kapsule jajowej wyizolowane z pakietu przed złożeniem go do wody. Widok z boku. Na biegunie przednim kapsuły wyróżnia się wieczko (O) oddzielone od podstawowej części kapsuły linią wylęgu (H) oraz otwory mikropylame (strzałka); biegun tylny, wyposażony w dysk czepny (A). SEM. X 250. 6. Fragment 5, powiększony. Dysk czepny. Strzałki wskazują elementy czepne dysku. SEM. X 350 (5, 6 wg Rościszewska, 200la). 7. Perlodes Jurassicus (Perlodidae). Kapsuła jajowa w kształcie czworoboku. Chorionalny kołnierz (CO), jak również dysk czepny (A) trójkątnych kształtów. SEM. X 120 (1-4 wg Rościszewska i wsp., w przygotowaniu; 5,6 wg Rościszewska, 200la). EXPLANATIONS OF PLATES

Plate I

1, 2. Thaumatoperla flaveola (Eustheniidae). 1. A fragment of a cross section through a lateral oviduct; E - folded one-layer epithe lium; M - musculature. Semithin section, methylene blue stained. X 500. 2. A fragment of an ovary in the anterior region where the lateral oviducts join to gether. О - ovariole; LO - lateral oviduct. SEM. X 20. 3. Brachyptera risi (Taeniopterygidae). A fragment of an ovary. Numerous long ovarioles (O) arranged around the lateral oviduct (LO) are visible. The LO wall is two-layered; internal epithelial layer (ar row) and external muscular layer. T - trachea. SEM. X 80 (from Rościszewska, 2001). 4. Perla sp. (Perlidae). A fragment of a cross section of the lateral oviduct. MV - microvilli pointing out towards oviduct center; N - nucleus; V - secretory vacuole. ТЕМ. X 10,500.

Plate II

1. Protonemura auberti (Nemouridae). An ovariole of a mature female. Note absence of terminal filament, short germarium (G), and vitellarium containing numerous growing oocytes (O). Nomarski contrast. X 325 (from Rościszewska, 2001). 2. Leuctra nigra (Leuctridae). A longitudinal section of an ovariole of mature female, showing consecutive stages of the oocyte (O) development. Y - yolk; asterisk - follicular epithelium; arrow - vitelline envelope. Methylene blue. X 475 (from Rościszewska, 2001). 3. Perla sp. (Perlidae). The ovariole of mature female. Terminal filament not present. Degenerated germar ium (G), vitellarium contains a few oocytes, terminal oocyte (O) during late choriogenesis. Phase contrast. X 130 (from Rościszewska, 1989). 4. Thaumatoperla flaveola (Eustheniidae). A fragment of the ovariole joined into the lateral oviduct (LO) by pedicel (P). O - terminal oocyte. Methylene blue. X 150. 88

Plate III

1-4. Leuctra sp. (Leuctridae). 1. A longitudinal section through the larval ovariole. G - germarium; V - vitellerium; arrow - follicular cell; T - terminal filament. Methylene blue. X 750 (from Rosciszewska, 2001, modified). 2. A longitudinal section through the larval germarium. Notice: intercellular bridge (B) indicating formation of a germ cell cluster; the differentiated 3 types of “nuage” material (arrowhead); arrows show accumulations of the cytoplasmic organeles. ТЕМ. X 6,000 (from Rosciszewska, 2001). 3. A longitudinal section through the larval ovariole. T - terminal filament; G - ger marium. ТЕМ. X 4,750 (from Rosciszewska, 2001). 4. A longitudinal section through the upper part of the vitellarium in mature female ovariole. F - follicular cell; О - oocyte; NU - nucleolus; arrow - an accumulation of the organeles in the ooplasm; arrowhead - “nuage”. ТЕМ. X 5,500 (from Rosciszewska, 2001).

Plate IV

1, 2, 3. Perla marginata (Perlidae). The ovary of the 1 -year old larva. 1. Longitudinal sections through ovarioles. Note pediceles aranged circumpherentially to the LO. Ovarioles are positioned parallely (comb like ovary). F - follicular cell; G - germarium; LO - lateral oviduct, cross section; О - oocyte; P - pedicel; V - vi tellarium; arrowhead - peritoneal epithelium; double arrowhead - prefollicular cell; arrow - basal lamina; double arrow - oogonium; rosette - intermediate zone be tween germarium and vitellarium. Semithin section, methylene blue. X 500. 2. A fragment of vitellarium, longitudinal section. В - cytoplasmic bridge connecting the oocytes (О). ТЕМ. X 18,400. 3. A longitudinal section through the germarium. В - cytoplasmic bridge connecting the oocytes (О). ТЕМ. X 9,200 (1,2,3 from Rosciszewska, 1997).

Plate V

Perla marginata (Perlidae). 1, 2. The ovariole of 1-year old larva (the A stage). The fragments of longitudinal sec tion through vitellarium. 1. Anterior zone of the vitellarium. The fragments of neighboring oocytes (O) are visi ble. D - dictiosome; F - follicular cell; M - mitochondrium; N - the oocyte nucleus; arrowhead - oolemma. ТЕМ. X 17,600. 89

2. Posterior zone of the vitellarium. A fragment of terminal oocyte. Notice spherical electron-dense structures (arrow). О - oocyte; F - follicular cell. Oolemma (arrow head) does not form microvilli. ТЕМ. X 4,600 (1, 2 from Rosciszewska, 1997).

Plate VI

Perla marginata (Perlidae). The accessory ovary in male reproductive system. 1. A fragment of male reproductive system. T - testis; OV - accessory ovary; arrow ovariole; arrowhead - gonoduct. Stained with rhodamine-phalloidin. Fluorescence microscope. X 150. 2, 3. Fragments of longitudinal section through accessory ovary in the mature male. 2. Male oocytes surrounded by irregular follicular cells (F) which developed without proper synchronization. N - oocyte nucleus with prominent nucleolus. Methylene blue. X 760. 3. A fragment of the oocyte (O) with numerous electron-dense spherical structures. F - follicular cell (a fragment). ТЕМ. X 5,800 (2,3 from Rosciszewska and Soldan, 1999).

Plate VII

1-8. Perla marginata (Perlidae). Semithin sections showing consecutive stages of development of follicular epithe lium (asterisk) in larval and mature females ovaries. 1, 2. Longitudinal sections through ovarioles of 2-year old larvas (the B stage). 1. Ovarian follicles from the anterior part of the ovariole during subsequent stages of previtellogenesis. Note increased volume of the oocyte (O) and the growing num bers of the follicular cells undergoing mitotic divisions. Follicular cells form one- layer, flat epithelium. 2. The terminal oocyte (O) during early vitellogenesis. Note increasing volumes of the oocyte and of the follicular cells (they change their shapes into the cubical ones). 3-8. Longitudinal sections through ovarian follicles of the mature female. 3. Anterior part of the vitellarium, oocyte during early vitellogenesis. When comparing with the earlier stage (see 2) one notices small increase of the oocyte volume and follicular cells volumes. The inclusions within ooplasm are more numerous. 4. Subterminal oocyte during middle vitellogenesis. Notice the increased volumes of the oocyte (O) (compare 3) and of cylindrical follicular cells. 5. 6. Fragments of terminal ovarian follicle during late vitellogenesis showing different cell subpopulations of the follicular epithelium. 5. Diversification of the follicular cells into 2 subpopulations: in the region of the ante rior pole of the oocyte and the subpopulation covering the lateral sides of the oocyte. 6. Subpolutation of follicular cells in the region of posterior pole of the oocyte (O). 7. 8. Fragments of longitudinal sections through ovarian follicles during late choriogenesis. 90

7. Follicular cells at the posterior pole of the oocyte diversified into 2 subpopulations: one is secreting attachment disc (rosette) the second is secreting chorion (asterisk). C - collar; A - attachment disc. 8. A fragment of follicular epithelium secreting main body chorion. Notice 2-layer chorion (CH) and extrachorion (arrow). Arrowhead - oblique cross section through micropylar channel. 1-8. Methylene blue, light microscope. X 500 (from Rosciszewska, 1995).

Plate VIII

Perla marginata (Perlidae). 1, 2, 3. Fragments of longitudinal sections through ovarioles in different stages of the oogenesis. 1. Larva (the A stage). Previtellogenesis. Follicular cell (F) is flat. Follicular cells and the oocyte (O) cell membranes adhere one to another without forming microvilli. ТЕМ. X 14,000. 2. Larva (the В stage), Early vitellogenesis. Cubical follicular cells (F) tightly adhere one to another; their cytoplasm is poor in organeles; apical parts of the cell forms a few processes; the oocyte (O) forms the first microvilli (MV), the micropinocytotic vesicles are visible arrow. ТЕМ. X 14,100. 3. Ovarian follicle of the mature female. Early vitellogenesis. The cytoplasm of the cubical follicular cell (F) contains numerous organeles. On the oocyte surface nu merous microvilli (MV) are visible, in the ooplasm note the yolk spheres (Y). X 8,000 (1,2 from Rosciszewska, 1995).

Plate IX

Perla marginata (Perlidae). 1, 2. Fragments of the follicular cell of the ovarian follicle in middle vitellogenesis. 1. The basal part of the cell. The characteristic whorls of rough endoplasmic reticulum (RER) frequently encircle a lipid droplet (L). 2. Apical part of the cell. 3. 4. Late vitellogenesis (compare Plate VII: 5). The cells of follicular epithelium are filled with secretory organeles (D, RER, V). D - dictiosome; M - mitochondrium; RER - rough endoplasmic reticulum; V - se cretory vacuole, 1-4 ТЕМ. 1. X 18,300; 2. X 16,000; 3. 17,540; 4. X 21,300 (from RoSciszewska, 1995).

Plate X

Perla marginata (1); P. pallida (2,3, 4) (Perlidae). 91

1. A fragment of longitudinal section through ovarian follicle during late vitellogenesis. In perioocytic space (asterisk) amongst oocyte microvilli (arrowhead) the precursors of vitelline envelope (arrow) accumulate. F - follicular cell; О - oocyte. ТЕМ. X 17,540. 2-4. Choriogenesis. Longitudinal sections through ovarian follicles. 2. A fragment of the apical part of the follicular cell (F) in the region of main body chorion secretion. Notice vacuoles (V) and secretory grains (S). Above vitelline en velope the electron-dense layer of chorion precursors (arrowhead). Asterisk - perio ocytic space. ТЕМ. X 25,100. 3. The stage when the inner chorion layer is forming. Notice the fragments of neigh boring follicular cells, septate junction - arrowhead and belt desmosome joining apical parts of the cells. ТЕМ. X 43,000. 4. The follicular cell during early stage of inner chorionic layer formation. In follicular cell (F) cytoplasm numerous dictiosomes (D) and secretory grains (arrowhead) are visible. The follicular cell surface facing the oocyte is enlarged due to forming of numerous microvilli (MV). VE - vitelline envelope. ТЕМ. X 13,000 (from Rosciszewska, 1995 modified).

Plate XI

Perla marginata (Perlidae). Longitudinal sections through ovarian follicles during the advanced choriogenesis. 1. Follicular cells from the posterior pole of the oocyte. The diversification of follicular epithelium cells during formation of different elements of the egg capsule. The electron-dense cell A - secretes polysaccharide stem of the attachment disc. The electron-transparent cell В secretes proteinous attachment disc. N - nucleus of the follicular cell; RER - rough endoplasmic reticulum; asterisk - fine granular material filling the RER cistemae. ТЕМ. X 10,000. 2. An apical fragment of the follicular cell (F) during the period of secretion of the outer chorionic layer (OL). Notice electron-dense secretory grains (S) and electron- dense material accumulated outside microvilli (arrows). Some parts of the internal chorion surface are covered by medium electron density material (asterisk) IL - in ner layer of chorion. ТЕМ. X 17,000. 3. A fragment of the follicular cell (F) in the region of the posterior pole of the oocyte and the grain-like central part of the attachment disc (rosette). S - secretory vesicle. ТЕМ. X 14,000 (1,2 from Rosciszewska, 1995, modified).

Plate XII

Perla marginata (Perlidae). 1,2. A longitudinal section through ovarian vesicle during the advanced choriogenesis. 1. The example of follicular cells diversification: the cells from the posterior pole of the oocyte have different organization of the rough endoplasmic reticulum (RER); in 92

the cell (FA) forming the attachment disc RER forms swallowed cistemae (asterisk) packed with fine-grain material; in the cell (FC) which is secreting chorionic collar RER is organized as stacks of the flattened cistemae. D - dictiosom; M - mitochondrium; N - follicular cell nucleus; arrow - secretory grain (compare also Plate VII: 7). ТЕМ. X 8,300 (from Rosciszewska, 1995). 2. A fragment of follicular cell (F) in the region of the main body chorion. Cytoplasm is filled by piles of RER and secretory grains (arrows). Arrowhead - extrachorion. ТЕМ. X 8,000.

Plate XIII

Leuctra autumnalis (Leuctridae). 1-4. The ovary of mature female, consecutive stages of choriogenesis. The longitudinal sections through ovarian follicles in different periods of the oogenesis. 1. Previtellogenesis. The apical parts of two neighboring follicular cells (F) facing the oocyte (O). The electron-dense material (S) in follicular cell is similar to accumula tions of the material (asterisk) visible among oocyte microvilli. In cortical layer of the oocyte numerous vesicles of the rough endoplasmic reticulum. Inside follicular cells there are numerous ribosomes and solitary RER cistemae and dictiosomes (D). In between adhering cells of follicular epithelium septate junctions (arrowhead) are visible. ТЕМ. X 42,000. 2. Early vitellogenesis. The follicular cells (F) contain numerous organelles. Perioo- cytic space is filled with electron-dense precursor of vitelline envelope (VE). In cor tical layer of the oocyte the vesicles with electron-dense cores (arrow) are visible. On further plan in the ooplasm - the yolk spheres (Y). ТЕМ. X 5,650. 3. Late vitellogenesis. The follicular cell (F) is packed with organeles, i.e.: the piles of rough endoplasmic reticulum (RER); vesicles and secretory grains (arrows). In perioocytic space 2 layers of eggshell precursors are visible (vitelline envelope - VE and chorion - asterisk). In cortical oocyte (O) layer vacuoles with electron-dense grains inside (white asterisk). The material belonging to one such grain (arrowhead) seems to be in a process of being freed into perioocytic space; similar material visi ble as accumulations on the surface of the oolemma (white arrow). I - intercellular space. ТЕМ. X 8,000. 4. The advanced choriogensis. A fragment of the follicular cell contains numerous organelles testifying to secretory activity (piles of RER, secretory grains - arrows). Layers of the egg capsule are visible: vitelline envelope (VE), chorion (C) and ex trachorion (EX). ТЕМ. X 17,000. 5. A fragment of fully developed capsule of an egg dissected from the oviduct. Arrow shows a channel piercing the vitelline envelope (VE). C - chorion; EX - extracho rion; О - oocyte; Y - yolk sphere. ТЕМ. X 34,000 (1-5 from Poprawa et al., 2002, modified). 93

Plates XIV-XVII: Layers, regions and histochemical composition of stonefly egg capsules

Plate XIV (Euholognatha)

1. Brachyptera risi (Taeniopterygidae). Cluster of eggs extracted from the oviduct. The irregular egg shapes result from very tight packing while in the oviduct. The egg capsule surface is covered with short bristle-like extrachorion processes. SEM. X 260. 2. Protonemura praecox (Nemouridae). Egg capsule, (arrow - micropyle). SEM. X 600. 3. Protonemura auberti (Nemouridae). Egg capsule, (arrow - micropyle). SEM. X 525. 4. P. auberti - a fragment of the egg capsule showing the micropylar opening (MI). SEM. X 5,000. 5. P. praecox - a fragment of the egg capsule showing the micropyle (MI). SEM. X 7,500. 6. Leuctra sp. (Leuctridae). Egg capsule (arrows - micropylar openings). SEM. X 225. 7. Protonemura intricata (Nemouridae). A fragment of longitudinal section through the egg with egg capsule (extracted from the oviduct). VE - vitelline envelope; C - cho rion; asterisks: single and double - extrachorion layers. TEM. X 16,000. 8. P. intricata. A fragment of the egg capsule surface (porous structure). Arrow - mi cropylar opening. SEM. X 2,500 (3 - from Rosciszewska, 2001a, 7, 8 from Rosciszewska, 1996b, modified).

Plate XV

Perla marginata (1,2, 3, 5, 8); P. pallida (4, 6, 7) (Perlidae). 1. Egg capsule. In equatorial region the micropyles are visible (arrow); close to the posterior pole of the oocyte - collar (CO). Light microscope. X 140. 2. A fragment of the posterior region of the egg capsule. S - stem; A - attachment disc; arrow - mushroom like structure on the disc. Phase contrast microscope. X 160. 3. A fragment of the chorion surface with a hexagonal sculpture. Arrow - micropylar hole; asterisk - mushroom like structure. SEM. X 2,850. 4. Hatching larva. Arrowhead - hatching line. SEM. X 75. 5. Longitudinal section through ovarian follicle during late choriogenesis. Notice the layers of the egg capsule: vitelline envelope (adhering to oolemma); the internal (IL) and external (OL) chorionic layers; extrachorion (gelatinous sheet) (arrow) with mushroom like structures (asterisk). Semithin section, methylene blue stained. X 960. 6. A fragment of longitudinal section through egg capsule. О - a fragment of the oo cyte; VE - vitelline envelope. ТЕМ. X 25,000. 7. Late choriogenesis. A fragment of longitudinal section through ovarian follicle in the region were main body chorion is being formed. Chorion consists of two layers: the 94

internal one (IL) and the external one (OL). The chorionic structures: gelatinous layer (arrow) and mushroom like structure (asterisk). Arrowhead - aeropylar canal. ТЕМ. X 8,000. 8. Cross section through the egg capsule - two chorion layers are visible, the external one (OL) and the internal homogeneous one (IL). Asterisk - mushroom like struc ture. SEM. X 900 (1,3, 5 from Rościszewska, 1991, modified; 4 - from Rościszew- ska and Jankowska, 1993; 7 - from Rościszewska, 1995, modified).

Plate XVI

Perla marginata (1, 2, 3, 4); Dinocras cephalotes (5, 6) (Perlidae). 1. A fragment of the egg capsule. The surface shows hexagonal sculpture; in the center of each hexagon - mushroom like structure. On the posterior pole the attachment disc (A) covered with clusters of mushroom like structures (asterisk). SEM. X 570. 2. The fragment of 1 - enlarged. The disc surface (the upper part of the figure) forms numerous small processes. Arrowhead - aeropylar opening; asterisk - mushroom like structure. SEM. X 2,000. 3. A fragment of longitudinal section through the attachment disc. The disc material is fine-grained, of medium electron density; asterisk - mushroom like structure. ТЕМ. X 9,000. 4. The posterior part of the egg capsule. In order to show the collar (CO) the attach ment disc had to be removed. SEM. X 850. 5. A fragment of longitudinal section through the attachment disc. The attachment disc surface forms numerous long processes (rosette). Asterisk - mushroom like struc ture. ТЕМ. X 12,000 6. The posterior part of the egg capsule. CO - collar; A - attachment disc; S - the disc stem, asterisk - mushroom like structure of the disc. SEM. X 412. (1, 2 from Rosciszewska, 1987, modified; 3, 4, 5 from Rosciszewska, 1991, modified).

Plate XVII

Perla marginata (Perlidae). Histochemical analysis of the egg capsule. 1. A fragment of the eggs packet with the attachment discs (A) visible. Note the exter nal (transparent) part of the disc and the central - dark one. Phase contrast. X 160. 2,3,4. Histochemical reactions in different parts of the egg capsule. 2. Detection of polysaccharides. PAS reaction is strongly positive in the external cho rion layer (asterisk), positive in extrachorion, weak in internal chorionic layer. X 960. 3. Detection of proteins, bromophenol blue (BPB): chorion - weakly positive reaction; extrachorion - strongly positive (arrowhead). X 960. 4. Sudan black B - detection of lipids. Weakly positive reaction - internal chorionic layer (asterisk), remaining parts of the capsule show negative reaction. X 1,100. 95

5. The attachment disc: BPB reaction. The external part of the disc (A) - BPB positive reaction (asterisk); the central part and the stem (S) - BPB negative. X 640. 6. The attachment disc: PAS reaction. The external part of the disc (A) - PAS negative reaction; the central part (asterisk) and the stem (S) - PAS positive. X 640 (2-5 from Rosciszewska, 1991, modified).

Plates XVIII, XIX: Diversity of the egg capsules structure in stoneflies (XVIII, XIX - Systellognatha, see also: Plate XIV - Euholognatha)

Plate XVIII

Isoperla grammatica (Perlodidae). 1. Egg capsule. Note an indentation on one side (arrows); arrowhead - collar; A - at tachment disc. 2. The enlargement of the fragment of Fig. 1 (anterior part of the capsule). In the micropylar region (arrows) the surface sculpture forms rosettes. 3. The posterior part of the egg capsule. The attachment disc (A) houses clusters of the mushroom like structures (arrow). 4. The folding on the attachment disk surface. 1^1 SEM. 1. X 200. 2. X 670. 3. X 600. 4. X 8,300.

Plate XIX

1-4 Perlodes microcephalus (Perlodidae). 1. A fragment of chorion surface with micropylar openings (arrow). SEM. X 420. 2. The egg capsule extracted from the egg packet prior to egg laying into water; one of the lateral capsule surfaces is visible. In the anterior part notice the operculum (O) and the hatching line (H); in the equatorial region the micropylar openings (arrow); in the posterior part - the attachment disc (A). SEM. X 130. 3. The posterior part of the egg capsule with the attachment disc (A). SEM. X 230. 4. A fragment of the chorion surface in the region of hatching line (H). SEM. X 500. 5. 6. Anacroneuria sp. (Perlidae, Arctoperlaria of the southern hemisphere). 5. The egg with the egg capsule extracted from the egg packet prior to egg laying into water. Lateral view. On the anterior pole of the capsule notice the operculum (O), the hatching line (H) and micropylar openings (arrow); the posterior pole houses the attachment structure (A). SEM. X 250. 6. The enlarged fragment of the Fig. 5 showing the attachment structure. SEM. X 350. 7. Perlodes jurassicus (Perlodidae). The tetrahedral egg capsule. The chorionic collar (CO) and the attachment disc (A) are triangular. SEM. X 120. (1-4 from Roiciszewska et al., to be published; 5,6 from RoSciszewska, 2001b).

Tablica I Tablica II

1 Tablica III Tablica IV Tablica V

2 Tablica VI Tablica VII Tablica VIII Tablica IX Tablica X Tablica XI Tablica XII Tablica XIII Tablica XIV Tablica XV Tablica XVI

3 Tablica XVII Tablica XVIII Tablica XIX