Taksonomia I Biologia Szpecieli

Szkoła Główna Gospodarstwa Wiejskiego w Warszawie Wydział Ogrodnictwa Biotechnologii i Architektury Krajobrazu

Tobiasz Druciarek

Taksonomia i biologia szpecieli

(Acari: Eriophyoidea) zasiedlających róże Taxonomy and biology of eriophyoid mites (Acari: Eriophyoidea) inhabiting roses

Praca doktorska Doctoral thesis

Praca wykonana pod kierunkiem Dr hab. Mariusza Lewandowskiego SGGW w Warszawie, WOBiAK, Samodzielny Zakład Entomologii Stosowanej

Recenzenci:

Dr hab. Grażyna Soika, prof. IO Zakład Ochrony Roślin Warzywnych i Ozdobnych Instytut Ogrodnictwa w Skierniewicach

Prof. dr hab. Jan Kozłowski Zakład Zoologii Instytut Ochrony Roślin – Państwowy Instytut Badawczy w Poznaniu

Warszawa, 2016 rok

Oświadczenie promotora pracy

Oświadczam, że niniejsza praca została przygotowana pod moim kierunkiem i stwierdzam, że spełnia ona warunki do przedstawienia jej w postępowaniu o nadanie tytułu zawodowego.

Data ...... Podpis promotora pracy ......

Oświadczenie autora pracy

Świadom odpowiedzialności prawnej oświadczam, że niniejsza praca dyplomowa została napisana przez mnie samodzielnie i nie zawiera treści uzyskanych w sposób niezgodny z obowiązującymi przepisami.

Oświadczam również, że przedstawiona praca nie była wcześniej przedmiotem procedur związanych z uzyskaniem tytułu zawodowego w wyższej uczelni.

Oświadczam ponadto, że niniejsza wersja pracy jest identyczna z załączoną wersją elektroniczną.

Data ...... Podpis autora pracy ......

Streszczenie

Taksonomia i biologia szpecieli (Acari: Eriophyoidea) zasiedlających róże

Fauna szpecieli występujących na różach nie była nigdy kompleksowo zbadana, pomimo iż są one roślinami o ogromnym znaczeniu ekonomicznym. Prowadzone w latach 2010-2015 badania nad szpecielami zasiedlającymi te rośliny, doprowadziły do opisania dwóch nowych gatunków oraz pełniejszego poznania biologii i ekologii najważniejszych spośród tych występujących w Polsce, do których należą: Phyllocoptes adalius, Phyllocoptes resovius, Callyntrotus schlechtendali i Rhyncaphytoptus rosae. Dzięki wykorzystaniu metody molekularnej i morfometrycznej, rozpoznano nowy gatunek występujący w szklarniowej uprawie róż i potwierdzono odrębny status taksonomiczny dwóch najważniejszych gatunków należących do rodzaju Phyllocoptes. Po raz pierwszy wykonano analizę filogenetyczną dla czterech najważniejszych gatunków występujących na różach, z wykorzystaniem dwóch markerów molekularnych: CO1 (mtDNA) oraz D1D2 (28S rDNA). Zbadano parametry demograficzne trzech najczęściej występujących w Polsce gatunków, przy czym dla P. adalius w zakresie temperatur: 15, 20, 25 i 30 ºC. Nie stwierdzono ponadto występowania wirusa rozetowatosci róż (RRV) w symptomatycznym materiale roślinnym zebranym w czasie prowadzonych w Polsce badań faunistycznych.

Słowa kluczowe – Phyllocoptes, parametry reprodukcyjne, parametry demograficzne, hybrydyzacja, analizy filogenetyczne, rose rosette virus

Summary

Taxonomy and biology of eriophyoid mites (Acari: Eriophyoidea) inhabiting roses

Fauna of eriophyoid mites in roses has never been comprehensively examined, although roses are of great economic importance. Research conducted in 2010-2015 on eriophyoids inhabiting these plants led to the description of two new species and a better understanding of the biology and ecology of the most important of those occurring in Poland, which include: Phyllocoptes adalius, Phyllocoptes resovius, Callyntrotus schlechtendali and Rhyncaphytoptus rosae. By using both, molecular and morphometric methods, we have recognized the new species in greenhouse production system and confirmed the separate taxonomic status of the two most important species belonging to the genus Phyllocoptes. For the first time, phylogenetic analysis using two molecular markers: CO1 (mtDNA) and D1D2 (28S rDNA) was performed for the four major species present in roses. Demographic parameters were examined for the three most common species in Poland, and for P. adalius at different temperatures of 15, 20, 25 and 30 °C. In addition, all symptomatic plant material collected during research conducted in Poland was tested as negative for rose rosette virus (RRV).

Key words – Phyllocoptes, reproductive parameters, demographic parameters, hybrydyzation, phylogenetic analysis, rose rosette virus

Składam serdeczne podziękowania Promotorowi mojej pracy Dr hab. Mariuszowi Lewandowskiemu za przewodnictwo naukowe, wsparcie podczas realizacji przewodu doktorskiego, przekazaną wiedzę, cierpliwość i zaufanie.

Podziękowania kieruję także do kilku osób, od których wiele się nauczyłem i bez których praca ta byłaby znacznie uboższa, Dr Elżbiety Różańskiej z Katedry Botaniki, SGGW, Dr Ioannisa Tzanetakisa oraz Dr Tes Sales z Universytetu w Arkansas, Dr hab. Anny Skorackiej z UAM w Poznaniu.

Podziękowania składam także Dr Mirosławowi Sobczakowi oraz Mgr inż. Dagmarze Rakowskiej za pomoc okazaną w trakcie realizacji pracy.

Dziękuję również Paulinie za wyrozumiałość, wsparcie i pogodę ducha.

Szczególnie dziękuję mojej Mamie.

Praca współfinansowana ze środków

projektu systemowego Samorządu Województwa Mazowieckiego „Rozwój nauki - rozwojem regionu - stypendia i wsparcie towarzyszące dla mazowieckich doktorantów” Program Operacyjny Kapitał Ludzki 2007–2013, Priorytet VIII Regionalne kadry gospodarki Działania 8.2 Transfer wiedzy, Poddziałania 8.2.2 Regionalne Strategie Innowacji

oraz

Fundacji Kościuszkowskiej, Program for Advanced Study, Research and/or Teaching in the United States

1. WSTĘP ...... 9

2. PRZEGLĄD LITERATURY ...... 11

2.1. CHARAKTERYSTYKA SZPECIELI (ACARI: ERIOPHYOIDEA) ...... 11 2.1.1. Budowa morfologiczna i klasyfikacja szpecieli ...... 11 2.1.2. Biologia i ekologia szpecieli ...... 15 2.1.3. Szkodliwość szpecieli ...... 19

2.2. STAN WIEDZY NA TEMAT SZKODLIWOŚCI SZPECIELI ZASIEDLAJĄCYCH RÓŻE NA ŚWIECIE

I W POLSCE ...... 22

3. PROBLEMY BADAWCZE I CELE PRACY ...... 38

3.1. FAUNISTYKA I TAKSONOMIA SZPECIELI ZASIEDLAJĄCYCH RÓŻE W POLSCE ...... 39

3.2. BIOLOGIA GATUNKÓW WYSTĘPUJĄCYCH NA RÓŻACH W POLSCE ...... 39

4. MATERIAŁ I METODY ...... 40

4.1. FAUNISTYKA I TAKSONOMIA SZPECIELI ZASIEDLAJĄCYCH RÓŻE W POLSCE ...... 40 4.1.1. Teren badań ...... 40 4.1.2. Pozyskiwanie materiału roślinnego, makroskopowa obserwacja roślin, pozyskiwanie i preparacja szpecieli do badań mikroskopowych ...... 41 4.1.3. Parametry opisujące stopień zasiedlania ...... 42 4.1.4. Opisy nowych gatunków oraz opis uzupełniający Phyllocoptes adalius ...... 43 4.1.5. Zmienność morfologiczna Phyllocoptes adalius...... 44 4.1.6. Pomiary morfometryczne szpecieli ...... 44 4.1.7. Klateczka do doświadczeń ze szpecielami ...... 47 4.1.8. Hybrydyzacja międzygatunkowa Phyllocoptes adalius i Phyllocoptes resovius ...... 48 4.1.8.1. Schemat przeprowadzonych doświadczeń ...... 48 4.1.8.2. Metody analizy danych ...... 50 4.1.9. Analizy molekularne i filogenetyczne występujących gatunków szpecieli ...... 51 4.1.9.1. Metody izolacji, amplifikacji i sekwencjonowania DNA szpecieli ...... 51 4.1.9.2. Metody analiz filogenetycznych...... 54 4.1.10. Pokrewieństwo Phyllocoptes adalius i Phyllocoptes fructiphilus a występowanie RRV ...... 55 4.1.10.1. Detekcja RRV w zebranym symptomatycznym materiale roślinnym ...... 55 4.1.10.2. Metoda izolacji kwasów nukleinowych z roślin ...... 57

4.1.10.3. Odwrotna transkrypcja, PCR i rozdział elektroforetyczny produktów reakcji ...... 58 4.1.10.4. Ocena jakościowa procesu odwrotnej transkrypcji (kontrola wewnętrzna) 59 4.1.10.5. Sekwencjonowanie produktów reakcji PCR i analiza otrzymanych wyników ...... 60

4.2. BIOLOGIA GATUNKÓW WYSTĘPUJĄCYCH NA RÓŻACH W POLSCE ...... 60 4.2.1. Hodowla zachowawcza szpecieli ...... 60 4.2.2. Materiał roślinny...... 61 4.2.3. Wpływ temperatury na rozwój Phyllocoptes adalius ...... 61 4.2.3.1. Warunki prowadzenia doświadczeń ...... 61 4.2.3.2. Rozwój i przeżywalność stadiów młodocianych ...... 62 4.2.3.3. Parametry reprodukcyjne ...... 62 4.2.3.4. Parametry demograficzne ...... 63 4.2.3.5. Metody analizy danych ...... 64 4.2.4. Porównanie parametrów reprodukcyjnych protogynnych i deutogynnych samic Phyllocoptes adalius ...... 64 4.2.5. Wpływ zaplemnienia na płodność samic Phyllocoptes adalius ...... 65 4.2.6. Porównanie biologii trzech gatunków występujących na różach w Polsce ...... 66

5. WYNIKI ...... 67

5.1. FAUNISTYKA I TAKSONOMIA GATUNKÓW WYSTĘPUJĄCYCH NA RÓŻACH ...... 67 5.1.1. Gatunki zasiedlające róże ...... 67 5.1.1.1. Opis gatunku Phyllocoptes resovius n. sp...... 67 5.1.1.2. Opis gatunku Eriophyes eremus n. sp...... 77 5.1.2. Parametry opisujące stopień zasiedlania ...... 84 5.1.3. Pokrewieństwo gatunków z rodzaju Phyllocoptes zasiedlających róże ...... 86 5.1.3.1. Phyllocoptes adalius jako senior synonim Phyllocoptes rosarum ...... 86 5.1.3.2. Hybrydyzacja międzygatunkowa Phyllocoptes adalius i Phyllocoptes resovius ...... 98 5.1.3.3. Filogeneza gatunków zasiedlających róże ze szczególnym uwzględnieniem rodzaju Phyllocoptes ...... 101 5.1.3.4. Pokrewieństwo Phyllocoptes adalius i Phyllocoptes fructiphilus a występowanie RRV ...... 105

5.2. BIOLOGIA GATUNKÓW WYSTĘPUJĄCYCH NA RÓŻACH W POLSCE ...... 109

5.2.1. Wpływ temperatury na biologię Phyllocoptes adalius ...... 109 5.2.1.1. Długość rozwoju i przeżywalność stadiów młodocianych ...... 109 5.2.1.2. Parametry reprodukcyjne i długość życia osobników dorosłych ...... 110 5.2.1.3. Parametry demograficzne ...... 112 5.2.2. Porównanie parametrów reprodukcyjnych protogynnych i deutogynnych samic P. adalius...... 112 5.2.3. Wpływ zaplemnienia na płodność samic Phyllocoptes adalius ...... 114 5.2.4. Porównanie biologii trzech gatunków występujących na różach w Polsce ..... 115 5.2.4.1. Długość rozwoju i przeżywalność stadiów młodocianych ...... 115 5.2.4.2. Parametry reprodukcyjne i długość życia osobników dorosłych ...... 116 5.2.4.3. Porównanie parametrów demograficznych Phyllocoptes adalius i Phyllocoptes resovius...... 118

6. DYSKUSJA ...... 119

6.1. FAUNISTYKA I TAKSONOMIA SZPECIELI ZASIEDLAJĄCYCH RÓŻE W POLSCE ...... 119

6.2. BIOLOGIA GATUNKÓW WYSTĘPUJĄCYCH NA RÓŻACH W POLSCE ...... 134

7. WNIOSKI ...... 144

8. SPIS LITERATURY...... 145

9. DODATEK ...... 170

9.1. WYKAZ LOKALIZACJI, Z KTÓRYCH ZEBRANO PRÓBY RÓŻ ...... 170

1. WSTĘP

Szpeciele (Acari: Eriophyoidea) należą do podrzędu Prostigmata i są jednymi z najmniejszych roztoczy. Mają one wydłużone ciało z licznymi kutikularnymi pierścieniami, sztyletowate narządy gębowe i dwie pary odnóży we wszystkich stadiach rozwojowych. Należą one do grupy fitofagów obligatoryjnych i stwierdzone były na wszystkich częściach roślin z wyjątkiem korzeni. Występują zarówno na ich powierzchni, jak również wewnątrz: w pochwach liściowych, cebulach i pąkach. Żerowanie szpecieli powoduje powstawanie różnego typu uszkodzeń: przebarwień, nabrzmień oraz wyrośli. Mogą one również hamować wzrost i rozwój tkanek roślinnych. Niektóre gatunki odpowiedzialne są za przenoszenie wirusów powodujących choroby roślin. Niekorzystne oddziaływanie szpecieli na rośliny jest tak istotne, że zostały uznane za drugą, po przędziorkach, ważną gospodarczo grupę roztoczy. W tej licznej grupie pajęczaków zaledwie 18 gatunków zasiedla róże, z czego trzy: Phyllocoptes adalius Keifer, Callyntrotus schlechtendali Nalepa i Rhyncaphytoptus rosae Roivainen, stwierdzono w Polsce. Gatunki występujące na tych roślinach należą do dwóch rodzin: Diptilomiopidae i Eriophyidae, przy czym tylko jeden gatunek (wspomniany już R. rosae), jest przedstawicielem pierwszej rodziny. W przypadku większości związanych z różami gatunków, nie stwierdzono by ich obecność miała istotny wpływ na rośliny żywicielskie. Objawy ich żerowania zazwyczaj nie były notowane, lub opisywane były głownie jako przebarwienia liści. Jedynie w przypadku występującego w Północnej Ameryce gatunku Phyllocoptes fructiphilus Keifer, odnotowano widoczne zmiany w pokroju zasiedlonych roślin oraz kolorze liści. Okazało się jednak, że zmiany te powodowane były przez trudny do zidentyfikowania czynnik sprawczy o wirusowej lub fitoplazmatycznej charakterystyce, a same zmiany chorobowe określa się w literaturze jako rose rosette disease (RRD). Pomimo licznych badań nad powodowaną przez chorobę rozetowatością róż, dopiero po blisko 70 latach od rozpoznania choroby, wyizolowanie z porażonych roślin dsRNA pozwoliło na stwierdzenie, że odpowiedzialny jest za nią nowy emarawirus, nazwany Rose rosette virus (RRV). Potwierdzono również, iż za przenoszenie wirusa odpowiedzialny jest szpeciel P. fructiphilus. W USA przez wiele lat trwały prace nad wykorzystaniem tego gatunku i przenoszonego przez niego wirusa do walki biologicznej z nadmiernie zachwaszczającą tereny uprawne różą wielokwiatową (Rosa multiflora Thunb.). Niestety ze względu na dużą transmisyjność wirusa przez szpeciele, małe rozmiary samych szkodników oraz ich odporność na zwalczanie, choroba ta stanowi obecnie ogromne zagrożenie dla gatunków i odmian uprawianych w parkach, 9 szkółkach, szklarniach i przydomowych ogrodach. Biorąc pod uwagę duże podobieństwo morfologiczne gatunków szpecieli należących do rodzaju Phyllocoptes zasiedlających róże (zwłaszcza gatunku północnoamerykańskiego z występującym w Polsce P. adalius), można przypuszczać, że gatunek zasiedlający krajowe róże, może również przenosić RRV. Wstępne badania wykazały, że P. adalius występuje powszechnie na różach ozdobnych w parkach, ogrodach oraz w towarowej produkcji szklarniowej w Polsce, a problemy z jego występowaniem i szkodliwością sygnalizowane są coraz częściej przez firmy doradcze. Również na roślinach zasiedlonych przez ten gatunek w naszym kraju obserwowano objawy charakterystyczne dla rozetowatości róż, powodowane przez wspomnianego wcześniej wirusa. Poznanie fauny szpecieli występujących na różach, ich biologii oraz znaczenia w przenoszeniu wirusa RRV, ma szczególne znaczenie nie tylko w odniesieniu do występowania samej choroby, ale także w celu pełniejszego poznania ekologii tej interesującej grupy szkodników. Niepewny status taksonomiczny gatunków należących do rodzaju Phyllocoptes zasiedlających róże, wymaga jak najszybszego wyjaśnienia. Tylko dzięki dogłębnemu poznaniu biologii gatunków jesteśmy w stanie odpowiedzieć na wiele pytań dotyczących zmian zachodzących w populacjach oraz przyczyn wykształcenia się różnych strategii rozwoju, relacji zachodzących w trójtroficznym układzie wirus-roślina-wektor oraz mechanizmów ich powstawania. Poznanie tej wiedzy pozwoli nam na przewidywanie zmian zachodzących w populacjach oraz określenie zdolności gatunków do rozprzestrzeniania się, co może być punktem wyjściowym do poszukiwania właściwych sposobów ograniczania liczebności szkodników i przenoszonych przez nie chorób. Niektóre z prezentowanych w niniejszej pracy wyników zostały częściowo opublikowane w pracach: Druciarek i in. (2014), Druciarek i Lewandowski (2016a, 2016b) oraz Druciarek i in. (2016).

2. PRZEGLĄD LITERATURY

2.1. CHARAKTERYSTYKA SZPECIELI (ACARI: ERIOPHYOIDEA)

2.1.1. Budowa morfologiczna i klasyfikacja szpecieli

Szpeciele głównie ze względu na swoje niewielkie rozmiary są wciąż słabo poznaną grupą roztoczy. Dorosłe osobniki osiągają średnią długość 150–200 μm, a więc wielkości trudno dostrzegalne gołym okiem. Wydłużone ciało szpecieli podzielone jest na gnatosomę złożoną z rostrum, pedipalp, chelicer i dodatkowych sztyletów oraz idiosomę, przykrytą w swojej przedniej części tarczą prodorsalną (Lindquist 1996). Gnatosoma, jako część odpowiedzialna za pobieranie pokarmu wyposażona jest w chelicery i sztylety służące do nakłuwania tkanek roślinnych. W gnatosomie szpecieli charakterystyczną cechą jest brak grzbietowego styloforu, obecny jest natomiast skleryt po stronie brzusznej, zwany infrakapitulum. Szpeciele pobierają pokarm wykorzystując pięć leżących blisko siebie sztyletów: parę chelicer, parę sztyletów dodatkowych oraz jeden sztylet gębowy. Przy pomocy chelicer szpeciele nakłuwają tkanki, natomiast sztyletami dodatkowymi do uszkodzonych komórek spływa ślina produkowana w gruczołach ślinowych. Sztylety szpecieli są na tyle małe, że większość gatunków jest w stanie nakłuwać jedynie komórki epidermy roślin. Pobieranie soków roślinnych z nakłutych komórek odbywa się przy pomocy pojedynczego sztyletu gębowego oraz rozszerzonej części gardzieli pełniącej funkcje pompy. Sztylet gębowy znajduje się pomiędzy chelicerami i ma różną długość u przedstawicieli poszczególnych gatunków. Wszystkie sztylety znajdują się w łukowatej rynience, której zewnętrzną obudowę stanowią pedipalpy (Lindquist 1996). U rodziny Eriophyidae i Phytoptidae sztylety są krótsze i w mniejszym stopniu zagięte, podczas gdy u rodziny Diptilomiopidae są one dłuższe, mocniejsze i zagięte u podstawy pod kątem prostym, co stanowi podstawową cechę diagnostyczną tej rodziny (Keifer 1975). Gatunki należące do rodziny Diptilomiopidae są jako jedyne w stanie pobierać pokarm z leżących pod epidermą komórek mezophylu (Lindquist 1996). Pedipalpy szpecieli składają się z czterech członów zaopatrzonych w trzy pary szczecin. Na członie podstawowym występuje szczecina palpokoksalna (ep) oraz elastyczny kolec, służący do naprowadzania igiełkowatych chelicer. Na kolejnym segmencie (zbudowanym z palpkrętarz, palpudo oraz palpkolano) występuje szczecina subapikalna (d). Kolejny segment (zbudowany z palpgoleń i palpstopa) jest skrócony i posiada jedną szczecino-podobna strukturę 11

(v), spełniającą funkcję chemoreceptora oraz informującą o ustawieniu pedipalp w czasie żerowania. Końcowy odcinek pedipalp, przylegający adhezyjnie do powierzchni roślin, ma kształt półkolisty u gatunków należących do Eriophyidae i Phytoptidae, lub kolisty u Diptilomiopidae. Spłaszczenie niektórych z segmentów chelicer ułatwia przyleganie pedipalp do powierzchni tkanek na których szpeciele żerują (Lindquist 1996). Podczas żerowania szpeciele jedynie w niewielkim stopniu wysuwają same sztylety, zmieniają jednak ustawienie gnatosomy, co powoduje bardziej pionowe ich skierowanie. Zagłębianie sztyletów w tkankę roślin następuję głównie dzięki teleskopowemu kurczeniu i rozciąganiu poszczególnych członów pedipalp (Westphal i Manson 1996). Przednia część idiosomy szpecieli przykryta jest tarczą prodorsalna, może być ona trójkątna, romboidalna lub półkolista i posiadać różny stopień urzeźbienia. Uwypuklenia, wyżłobienia i wzmocnione linie na tarczy zwiększają jej wytrzymałość, częściowo odzwierciedlając ułożenie przyczepionych do niej mięśni znajdujących się po wewnętrznej stronie tarczy (Shevchenko 1970). Wzór tarczy w postaci linii noszących odpowiednie nazwy jest ważną cechą taksonomiczną, wykorzystywaną przy identyfikacji gatunków. Tarczę zwykle dzieli podłużnie biegnąca linia środkowa, zwana medialną. Po obu stronach linii medialnej ułożone są parzyste tym razem linie zwane kolejno admedialnymi, submedialnymi I i submedialnymi II. U niektórych gatunków z przodu tarczy prodorsalnej może znajdować się wyrostek, nakrywający rostrum od góry. Może on być ostro zakończony, zaokrąglony, lub płaski. Podobne wyrostki mogą znajdować się na bokach tarczy dorsalnej, a także w jej tylnej części. Szpeciele nie posiadają oczu, jednak w przypadku niektórych gatunków zauważono na tarczy występowanie struktur odpowiedzialnych prawdopodobnie za reagowanie na światło (Lindquist 1996). Na tarczy znajduje się ponadto do pięciu szczecin (jedna vi oraz pary ve i sc). Rozmieszczenie szczecin i ich liczba jest odpowiednia dla każdej rodziny. Na przykład, u rodziny Phytoptidae zazwyczaj występują trzy szczeciny (jedna vi oraz dwie sc), a u rodziny Eriophyidae i Diptilomiopidae występuje jedna para szczecin (sc) lub nie ma ich w ogóle (Keifer 1960). Ważną cechą szpecieli jest obecność tylko dwóch par odnóży w każdym ze stadiów rozwojowych. Odnóża są segmentowane i składają się zwykle z sześciu członów: biodra (coxa), krętarza (trochanter), uda (femur), kolana (genu), goleni (tibia) i stopy (tarsus). Znane są też gatunki, u których goleń i stopa są częściowo wtórnie zrośnięte i tworzą jeden odcinek zwany patellą, bądź takie, u których udo podzielony jest na dwa dodatkowe segmenty. Pierwotna i zarazem maksymalna liczba szczecin występujących na pierwszej parze odnóży wynosi sześć,

12 na drugiej parze – pięć. Biodro oraz krętarz są pozbawione szczecin, na udzie obecna jest szczecina wentralna (bv), natomiast na kolanie szczecina subapikalna (l’’). Goleń pierwszej pary odnóży zaopatrzona jest w jedną szczecinę (l’), na drugiej parze szczeciny tej brak. Stopa zaopatrzona jest w trzy szczeciny: dwie położone grzbietowo-bocznie (ft’ i ft’’) oraz dodatkową szczecinę (u’), położoną nieco od spodu na przednim końcu członu. Ponadto na końcu stopy znajdują się pazurek oraz pazurek pierzasty. Pazurek jest pustą wewnętrznie, wydłużoną strukturą o łukowato wygiętym kształcie, czasami zakończoną wyraźnie zaokrągloną buławką. Drugi pazurek ma postać pierzastą, pojedynczą, lub rozwidloną, z licznymi rozgałęzieniami odchodzącymi od głównego promienia. U gatunków należących do Phytoptidae na goleni pierwszej pary odnóży występuje dodatkowy pazurek φ. Odnóża połączone są z ciałem szpecieli przy pomocy bioder, na których występują trzy pary szczecin: 1b i 1a na biodrach pierwszej pary nóg oraz 2a na biodrach drugiej pary (Lindquist 1996). Tylna część idiosomy szpecieli nazywana jest opisitosomą, jest ona wydłużona i posiada wrzecionowaty lub robakowaty kształt. Na jej powierzchni zauważalne są liczne, poprzeczne pierścienie oraz stosunkowo niewielka liczba szczecin. Pierścienie szpecieli o robakowatym kształcie są bardziej elastyczne, lekko wygięte i występują w ilości zbliżonej po brzusznej i grzbietowej stronie ciała. Kształt robakowaty szpecieli skorelowany jest zwykle z mniejszą gnatosomą, która jest bardziej wysunięta ku przodowi ciała. Szpeciele o wrzecionowatym kształcie mają z reguły krótszą opistosomę, rozszerzoną w swojej przedniej części, ze zróżnicowanymi morfologicznie pierścieniami, których liczba na brzusznej i grzbietowej stronie może się znacząco różnić. Pierścienie szpecieli mogą być gładkie, lub posiadać różnej wielkości mikroguzki. Samo ułożenie mikroguzków może być ważną cechą taksonomiczną gatunku, ponadto mogą one przybierać różne rozmiary oraz kształty. U dorosłych osobników niektórych z gatunków pierścienie grzbietowe mogą mieć bardziej zróżnicowaną budowę oraz być pokryte woskową wydzieliną, lub też posiadać rzędy długich woskowych struktur (Lindquist 1996). Maksymalna liczba szczecin obecnych na opistosomie szpecieli to siedem par. Szczeciny szpecieli są strukturami włosowatej formy, uznawanymi za powstałe z przekształcenia jednej komórki epidermy (trichogen) i pustymi w środku (Lindquist 1996). Pierwsza para (licząc od przedniej strony ciała) to szczeciny c1, występujące na grzbietowej stronie opistosomy jedynie u niektórych gatunków z rodzaju Phytoptidae. Kolejno po bokach ciała znajdują się szczeciny lateralne (c2), a następnie wzdłuż opistosomy trzy pary szczecin brzusznych: d, e i f. Na końcu opistosomy, po jej grzbietowej stronie, znajdują się dodatkowe dwie pary szczecin: krótkie zwykle szczeciny h1 oraz zwykle dużo dłuższe szczeciny h2. Tylko

13 dwie spośród wszystkich par szczecin są stałe u wszystkich gatunków, są to szczeciny f oraz h2. Końcowa cześć opistosomy (od szczeciny f) obejmuje zaledwie kilka pierścieni o wydłużonych zwykle mikroguzkach oraz płaty analne. Płaty te pozbawione są pierścieni, a między nimi znajduje się odbyt z analną przyssawką. Silne mięśnie wewnątrz płatów wraz z przyssawką odgrywają kluczową rolę podczas przyczepiania się szpecieli do podłoża w czasie linienia, pobierania pokarmu, składania spermatoforów, czy przygotowania do dyspersji (Shevchenko 1970). W większości przypadków płeć szpecieli można rozpoznać dopiero przy użyciu mikroskopu świetlnego, dzięki znaczącym różnicom w budowie otworów genitalnych samca i samicy. Rejon ten u szpecieli ma budowę poprzeczną i jest przesunięty ku przodowi ciała po jego brzusznej stronie. Otwór genitalny u samic przykryty jest pojedynczą, trójkątno-owalną lub półkolistą płytką, której powierzchnia może być gładka, lub posiadać specyficzne bruzdowania. Wewnątrz otworu genitalnego samicy znajduje się komora otoczona chitynowymi apodemami, których kształt wraz z przewodami prowadzącymi do spermateki jest charakterystyczny dla różnych taksonów. U samców otwór genitalny nie jest przykryty tarczą i jest widoczny w postaci poprzecznej szczeliny o zaostrzonym kształcie. Poniżej otworu znajduje się para niewielkich struktur, uznawanych za szczeciny eugenitalne. Region, w którym u szpecieli zlokalizowany jest otwór płciowy oraz biodra, nazywany jest regionem koksogenitalnym. W rejonie tym umiejscowiona jest para szczecin genitalnych 3a, które obecne są również u nimf i larw, pomimo że osobniki młodociane nie posiadają otworów płciowych i nie są zdolne do rozrodu (Lindquist 1996). U szpecieli dymorfizm płciowy jest słabo zauważalny. Po preparacji samice odróżniane są od samców głównie na podstawie wyglądu obszaru genitalnego, a u osobników żywych jest to zwykle możliwe jedynie na podstawie rozmiarów ciała. Stadia młodociane poza brakiem otworu genitalnego mogą różnić się od osobników dorosłych mniejszą liczbą pierścieni na opistosomie, krótszymi szczecinami, zredukowanym urzeźbieniem tarczy oraz mniejszą liczbą odgałęzień pazurka pierzastego (Lindquist 1996). W nadrodzinie Eriophyoidea wyróżniamy trzy rodziny: Phytoptidae, Eriophyidae i Diptilomiopidae, w obrębie których wyróżniono ponadto 12 podrodzin oraz 15 plemion (Amrine 1996). Szacuje się, że w ponad 300 wyodrębnionych do tej pory rodzajach opisanych jest około 4500 gatunków, co prawdopodobnie stanowi zaledwie 10 do 15% z wszystkich istniejących na świecie. Ponieważ liczba cech u Eriophyoidea jest ograniczona, ze względu na niewielkie rozmiary ciała oraz uproszczoną budowę, prawidłowa identyfikacja blisko

14 spokrewnionych gatunków może być czasami bardzo trudna. Rzadko tworzy się klucze do oznaczania poszczególnych gatunków szpecieli. Oznaczając gatunki szpecieli większość akarologów korzysta z oryginalnych opisów, porównując zakresy pomiarów wielu cech i posiłkując się wykonanymi rysunkami (Craemer 2010). Obowiązujący system taksonomiczny szpecieli, bazujący wyłącznie na morfologii, uważany jest za sztuczny, a konieczność jego weryfikacji w oparciu o filogenezę DNA dla tego taksonu nie budzi wątpliwości wśród specjalistów zajmujących się tą grupą (Nuzzaci i de Lillo 1996; Skoracka i in. 2015). Problem ten wynika z faktu, że klasyfikacji szpecieli na poziomie rodzin oparta jest na dwóch cechach: kształcie gnatosomy oraz liczbie szczecin na tarczy prodorsalnej. Cechami wykorzystywanymi w diagnostyce na poziomie rodzin są natomiast: obecność oraz kształt wyrostka na tarczy prodorsalnej, obecność oraz ułożenie szczecin sc, położenie mikrotuberkul tych szczecin, występowanie szczecin c1, kształt pierścieni grzbietowych i występujących żeber lub bruzd wzdłuż opistosomy, kształt, rozmiar oraz urzeźbienie płytki genitalnej samicy, liczba członów odnóży oraz kształt pazurka pierzastego. Pozostałe cechy, takie jak: urzeźbienie tarczy prodorsalnej, obecność oraz szerokość linii sternalnej, kształt i ułożenie mikroguzków oraz rozmiary i kształt poszczególnych struktur ciała (w tym szczecin), określają gatunek (Lindquist i Amrine 1996).

2.1.2. Biologia i ekologia szpecieli

Szpeciele to grupa szkodników powszechnie występujących na większości gatunków roślin, począwszy od drzew i krzewów, aż po rośliny zielne. Szacuje się, że do tej pory poznano zaledwie niewielką część z wszystkich istniejących gatunków, a co roku na świecie opisuje się około 100 nowych (Amrine 2003). Szpeciele jako obligatoryjne fitofagi uznawane są za drugą po przędziorkach grupę szkodliwych roztoczy (Li i in. 2014). Charakterystyczną cechą tych niedostrzegalnych gołym okiem stawonogów jest to, iż większość z nich jest wysoce wyspecjalizowana w stosunku do rośliny żywicielskiej, a w wyniku ich żerowania na roślinach często powstają specyficzne przebarwienia, deformacje, lub galasy. Poza często spotykanym u szpecieli monofagizmem, poszczególne gatunki może charakteryzować przywiązanie do poszczególnych organów rośliny żywicielskiej. Niektóre ze szpecieli żerują tylko w pąkach roślin, inne wewnątrz indukowanych galasów czy wyrośli, jeszcze inne w pochewkach liściowych, na owocach, nasionach, a nawet w ich wnętrzu. Ponadto szpeciele są często odpowiedzialne za przenoszenie groźnych wirusów, powodujących wiele ważnych 15 gospodarczo chorób roślin (Lindquist i in. 1996; Boczek 1999). Duża cześć szpecieli zasiedla liście roślin, często wykazując preferencje względem strony blaszki liściowej. W zależności od sposobu życia wśród szpecieli wyróżnia się trzy podstawowe typy: gatunki wolno żyjące (ang. vagrants), zasiedlające wyrośla i galasy (ang. gall-makers) oraz zasiedlające kryjówki i domacja (ang. refugge-seekers) (Oldfield 1996). W rozwoju szpecieli wyróżnia się cztery podstawowe stadia: jajo → larwa → nimfa → osobnik dorosły. W literaturze używa się też określeń dotyczących przejściowych, znieruchomiałych form larw oraz nimf. Znieruchomiałe stadium larwy, tuż przed zrzuceniem wylinki i przejściem w stadium nimfy, określane jest mianem nymphochrysalis, natomiast znieruchomiałe stadium nimfy, przed przejściem w stadium dorosłe to imagochrysalis (Sternlicht i Goldenberg 1971). Kuliste lub nieco spłaszczone jaja szpecieli, o średnicy od 20 do 60 μm, składane są pojedynczo na powierzchni roślin, w pąkach, lub w różnego rodzaju deformacjach czy galasach powstających w wyniku żerowania tych roztoczy. Pomimo niewielkich rozmiarów szpecieli, są one stosunkowo duże w stosunku do ciała samicy. Okres rozwoju jaj trwa w zależności od temperatury i gatunku zwykle kilka dni. Znane są też gatunki, u których samice są żyworodne (np. Aceria caulobius (Nalepa)), jednak jest to zjawisko dość rzadko spotykane (de Lillo i in. 1991). W momencie składania jaja przez samicę, w jego wnętrzu może znajdować się już dobrze wykształcona larwa. W czasie rozwoju embrionalnego jaja zwykle zmieniają swój kolor, stając się mniej transparentne i wraz z upływem czasu łatwiej dostrzegalne pod mikroskopem świetlnym (Manson i Oldfild 1996). Osobniki młodociane poza mniejszymi rozmiarami ciała są podobne do osobników dorosłych. Zasadnicze różnice w budowie morfologicznej pomiędzy stadium larwy i nimfy to brak grzbietowej szczeciny kolana pedipalp oraz znacznie mniej rozwinięte szczeciny c2, d oraz e u larw. W stadium larwalnym wielu gatunków, tuż za tarczą prodorsalna, występuje charakterystyczny region, który jest granulowany i pozbawiony częściowo grzbietowych pierścieni. Inne może być też ułożenie szczecin na ciele poszczególnych stadiów rozwojowych (zwłaszcza szczecin sc) (Boczek 1980). Stadium zimującym u szpecieli są najczęściej samice, które wiosną składają jaja dające początek kolejnym pokoleniom. Jednak cykl życiowy szpecieli może być dwojakiego rodzaju. W rozwoju prostym występują samice tylko jednego typu (protogynne), dające początek nowym pokoleniom przez cały okres sezonu wegetacyjnego. Samice te są podobne pod względem morfologicznym do samców danego gatunku. W rozwoju złożonym (deuterogynii)

16 występują dwa typy samic. Wspomniane wcześniej samice protogynne (występujące od wiosny do późnej jesieni) oraz samice deutogynne (rozwijają się w populacjach późnym latem i jesienią), morfologicznie odmienne i będące formą zdolną do przezimowania. Schemat charakteryzujący złożony cykl życiowy u szpecieli przedstawiono na Rysunku 1. Znane są też sporadyczne przypadki występowania u szpecieli nietypowej deuterogynii, np. dwu letniego cyklu życiowego u Trisetacus kirghisorum Shevchenko, w którym występują również dwa odmienne typy samców (Manson i Oldfield 1996). Samice deutogynne mogą znacząco odbiegać wyglądem od samic protogynnych oraz samców danego gatunku. Różnice te mogą być czasami na tyle duże, iż osobniki takie omyłkowo opisywano jako odrębne gatunki i zaliczano czasami do różnych rodzajów. Deutogynne samice są zwykle mniejsze, mają mniejszą liczbę pierścieni, inny kształt mikroguzków, węższe pierścienie grzbietowe oraz delikatniejsze urzeźbienie tarczy prodorsalnej. Na ich ciele może być mniej bruzd oraz żeber, będących jak się przyjmuje modyfikacjami zapobiegającymi nadmiernej utracie wody. Cechy deutogynnych samic ułatwiają im prawdopodobnie przetrwanie niekorzystnych warunków w okresie zimy. Znane są jednak przypadki występowania deutogynnych form samic u gatunków zasiedlających rośliny rosnące w klimacie tropikalnym. Samice deutogynne przed przejściem do kryjówek i zapadnięciem w hibernację pobierają spermatofory. Przyjmuje się również, że składają one jaja dopiero wiosną następnego roku, po przejściu odpowiednio długiego okresu zimowego przechłodzenia (Manson i Oldfield 1996).

Rysunek 1. Złożony cykl życiowy szpecieli na przykładzie gatunku zasiedlającego róże. Zmodyfikowano na podstawie Lindquist (1996) 17

U szpecieli nie dochodzi do kopulacji bezpośredniej. Samce składają na liściach spermatofory o grzybkowatym kształcie, które po znalezieniu przez samice, są dla nich źródłem spermy do zaplemniania jaj (Oldfield i in. 1970). W pełni uformowany spermatofor składa się z przymocowanej do rośliny łodyżki, na której osadzony jest kapelusz zawierający otoczony podwójną błoną zbiornik spermy (Sternlicht i Griffiths 1974). Spermatofory poszczególnych gatunków mogą się znacząco różnić i zawierają zwykle od 40 do 60 plemników (Oldfield i in. 1970). Samice po napotkaniu spermatoforu i jego akceptacji przyjmują odpowiednią pozycje, wkładając go do otworu genitalnego. Wessana w ten sposób sperma poprzez nasieniowód dostaje się do spermatek, gdzie jest przechowywana i służy do zaplemniania jaj. Sperma pobrana z jednego spermatoforu wystarcza do zaplemnienia kilkudziesięciu jaj. Deutogynne samice przed przejściem w stan hibernacji zbierają spermę z kilku spermatoforów, przechowując ją aż do wiosny (Oldfield i Michalska 1996). U szpecieli występuje partenogeneza arrenotokiczna (haplodiploidalność), charakterystyczna prawdopodobnie dla wszystkich opisanych do tej pory gatunków (Helle i Wysoki 1996; Craemer 2010). Cechą szczególną tego rodzaju dzieworództwa jest to, iż z niezaplemnionych jaj rozwijają się samce, a z zaplemnionych samice. W systemie tym płeć determinuje ilość zestawów chromosomów jakie otrzymuje osobnik. Samce szpecieli są haploidalne i dysponują połową liczby chromosomów posiadanych przez diploidalne samice. Potomstwo powstałe na skutek połączenia plemnika i komórki jajowej rozwija się w samice. Jaja niezapłodnione również się rozwijają, dając początek samcom. Diploidalne samice szpecieli, które nie pobrały spermatoforu i nie mogą zaplemniać swoich haploidalnych jaj, przynoszą na świat tylko samcze potomstwo (Helle i Wysoki 1996). Co ciekawe haplodiploidalny system determinacji płci ma wiele cech szczególnych, żaden samiec nie może mieć „syna” i nie ma też „ojca”, ma jednak „dziadka” i może mieć „męskie wnuki”. Choć arrenotokia jest u zwierząt stosunkowo rzadka, możemy ją spotkać także u wciornastków, czy przedstawicieli rzędu błonkówek. Ponieważ w systemie haplodiploidalnym samica i jej potomstwo dzielą te same geny, gatunki zwierząt u których system ten występuje są szczególnie podatne na negatywne skutki chowu wsobnego (Wrensch i in. 1994). Jednak u szpecieli rozmnażanie arrenotokiczne może być jednym z powodów ich niewątpliwego sukcesu ekologicznego. Dzięki holokinetycznej budowie chromosomów roztoczy, osiągają one wysoki stopień rekombinacji w produkowanych gametach, angażując do tego minimalną ilość samców (Wrensch i in. 1994).

Podstawowym sposobem rozprzestrzeniania się szpecieli jest dyspersja z wiatrem. W taki sposób migrują głównie samice protogynne, morfologicznie lepiej przystosowane do dyspersji. Szpeciele mogą być przenoszone również przez inne stawonogi na zasadzie forezy (Sabelis i Bruin 1996), a także z materiałem sadzonkowym, czy poprzez szczepienia. Jest to prawdopodobnie dość częsta droga rozprzestrzeniania się szpecieli, zwłaszcza gatunków występujących na drzewach i krzewach owocowych oraz tych rozmnażanych w sposób wegetatywny (Boczek 1995). Na podstawie dotychczasowych badań zauważono, że tempo rozwoju poszczególnych stadiów, płodność, przeżywalność oraz proporcje płci mogą się znacznie różnić u poszczególnych gatunków. Na parametry te mają również istotny wpływ: temperatura, wilgotność oraz gatunek i kondycja rośliny żywicielskiej. W zależności od gatunku samice produkują zwykle od jednego do pięciu jaj w ciągu doby. W ciągu całego życia trwającego zwykle nie więcej niż kilka tygodni, jedna samica może złożyć nawet do około stu jaj (Sabelis i Bruin 1996). W klimacie umiarkowanym w ciągu jednego sezonu wegetacyjnego mogą występować zwykle 2-3 pokolenia u gatunków tworzących galasy i nawet 4-5 u szpecieli wolnożyjących (Boczek 1995). Niestety, informacje na temat parametrów demograficznych, w szczególności tempa wzrostu populacji większości gatunków są bardzo ograniczone, co nie pozwala na porównywanie ich bionomii (Skoracka i Kuczyński 2004; Navia i in. 2013b).

2.1.3. Szkodliwość szpecieli

Określenia stosowane przy opisywaniu bezpośrednich uszkodzeń i zmian zachodzących na roślinach w wyniku żerowania szpecieli obejmują: tworzenie galasów, erineów i pilśni, powstawanie czarcich mioteł i rozet liściowych, brązowienie, ordzewienie, osrebrzenie i powstawanie pęcherzy na tkankach, nabrzmiewanie pąków, zwijanie bądź skręcanie liści oraz powstawanie przebarwień i deformacji na ich blaszkach (Royalty i Perring 1996; Craemer 2010). Reakcje związane z długotrwałym żerowaniem poszczególnych gatunków mieszczą się w zakresie względnej tolerancji (z brakiem widocznych uszkodzeń), aż po raptowną defoliację i śmierć rośliny. Chociaż objawy związane z żerowaniem szpecieli na roślinach mogą być bardzo zróżnicowane, pewne cechy wydają się wspólne dla większości gatunków. Prawdopodobnie ze względu na niewielkie rozmiary, szpeciele żerują najczęściej na delikatnych tkankach merystematycznych i nowo rozwijających się pędach, co jest również związane z wysoką wartością odżywczą tych tkanek (Royalty i Perring 1996). Pąki, osłonki 19 i pochewki liściowe, unerwienia liści, podstawy owoców, kwiaty, etc., zapewniają mikrośrodowiska preferowane przez organizmy zdolne do penetracji jedynie powierzchniowych warstw roślin. Dodatkowo wszelkiego rodzaju domacje zapewniają szpecielom schronienie przed drapieżcami (Lindqiust i in. 1996). Galasy, erinea oraz pilśnie są najbardziej widocznymi zmianami powstającymi w wyniku żerowania i wprowadzania śliny szpecieli do tkanek roślin. Normalny wzrost i różnicowanie się zranionych tkanek zostaje lokalnie zahamowane. Gatunki indukujące powstawanie specyficznych struktur, w przeciwieństwie do pozostałych, odznaczają się znacznie dłuższym okresem pobierania soku z pojedynczej komórki, wynoszącym od kilku godzin do nawet kilku dni. Nakłute komórki najczęściej obumierają, podczas gdy sąsiednie ulegają morfologicznej transformacji prowadzącej do powstania galasu, bądź innej specyficznej struktury (Royalty i Perring 1996). Komórki takie ulegają wewnętrznej reorganizacji, łącznie z modyfikacją ich DNA, między innymi poprzez przyłączanie do kwasów nukleinowych chitosanu (Bronner i in. 1989), polisacharydu będącego pochodną chityny (Hadwiger 2013). Dowiedziono, iż związek ten prowadzi w roślinach między innymi do uszkadzania kwasów nukleinowych oraz uformowanej z nich chromatyny (Hadwiger 2008), powoduje wzrost poziomu cytozolowych kationów Ca2+ (Zuppini 2003), aktywację kinaz MAP (Yin i in. 2010), wydzielanie kalozy (Köhle i in. 1985), syntezę kwasu jasmonowego (JA), abscysynowego (ABA) oraz akumulację nadtlenku wodoru (Lin i in. 2005; Iriti i in. 2009). W komórkach tych szybko przyśpieszają procesy mitotyczne, przekształcając je w tkankę bardziej wartościową odżywczo dla szpecieli (Westphal i in. 1981). Zmiany takie obserwowane są między innymi w przypadku gatunku Aculops lycopersici (Tryon) żerującego na roślinach pomidora i powodującego powstawanie ordzewień (Haque i Kawai 2003). Szpeciele są szkodnikami wysoce specyficznymi, większość z nich żyje i rozmnaża się jedynie na podatnych dla danego gatunku roślinach żywicielskich i przeważnie blisko spokrewnionych (Skoracka i in. 2010). Stwierdzono, że ponad 95% gatunków szpecieli to monofagi, atakujące rośliny należące do tego samego rodzaju, spośród nich z kolei 40% stanowią szpeciele żerujące tylko na jednym gatunku rośliny (Oldfield 1996). Szereg gatunków szpecieli uznawanych jest za wektory wirusów roślin, należących do takich rodzajów jak: Nepovirus, Rymovirus, Tritimovirus, Rhabdovirus, Poacevirus i Emaravirus (Susi 2004; McMechan 2012; Mielke-Ehret i Mühlbach 2012; Bragard i in. 2013). Pomimo poznania gatunków odpowiedzialnych za przenoszenie poszczególnych wirusów, nadal niewiele wiadomo o mechanizmach ich transmisji. Gatunkiem, w przypadku

20 którego mamy do czynienia z przenoszeniem aż pięciu wirusów jest Aceria tosichella Keifer, odpowiedzialna za transmisję wirusa smugowatej mozaiki pszenicy (ang. Wheat streak mosaic virus, WSMV, rodzaj: Tritimovirus), High Plains wheat mosaic virus (HPWMoV, rodzaj: Emaravirus), Triticum mosaic virus (TriMV, rodzaj: Poacevirus) (McMechan 2012), wirusa mozaiki stokłosy (ang. Brome streak mosaic virus, BrMSV, rodzaj: Tritimovirus) oraz Wheat spot mosaic virus (WSpMV, rodzaj: Tritimovirus) (Stilwell 2009). Szacuje się, iż na obszarze wielkich równin USA sam WSMV odpowiedzialny jest za obniżenie plonów pszenicy o około 2% rocznie, jednak lokalne straty wynoszące nawet do 100% nie są rzadkością (McNeil i in. 1996). Ponadto A. tosichella jako generalista przenosi również wirusy na jęczmieniu, kukurydzy oraz innych zbożach (Siriwetwiwat 2006). Ogromne znaczenie roślin zbożowych na świecie sprawia, iż relacje występujące na linii wirusy–A. tosichella cieszą się w ostatnich latach rosnącym zainteresowaniem akarologów i wirusologów. W prowadzonych badaniach wykazano m.in., iż poszczególne populacje A. tosichella pochodzące z różnych roślin żywicielskich i lokalizacji geograficznych mogą się różnić efektywnością przenoszenia WSMV (Seifers i in. 2002; Schiffer i in. 2009, Wosula i in. 2016), a sam wektor jest kompleksem zróżnicowanych genetycznie gatunków kryptycznych (Skoracka i in. 2012, 2013). Kolejnym przykładem wirusa o ogromnym znaczeniu dla człowieka jest Pigeon pea sterility mosaic virus (PPSMV, rodzaj: Emaravirus). Potwierdzonym wektorem jest Aceria cajani ChannaBasavanna, zasiedlająca niklę indyjską (Cajanus cajan (L.) Millsp.), roślinę będącą podstawowym źródłem białka dla ponad miliarda ludzi w Indiach oraz Nepalu. Straty wywołane w wyniku porażania nikli przez PPSMV są szacowane w samym tylko Nepalu na około 300 mln dolarów rocznie (Jones i in. 2004). W Polsce obecnie dość poważne straty powodują szpeciele na jabłoniach, śliwach, gruszach, malinach, jeżynach, czarnych i czerwonych porzeczkach oraz szeregu roślin ozdobnych (Boczek 1999). W przypadku tych ostatnich, wpływają one znacząco na pogorszenie się ich walorów dekoracyjnych. Poszczególne gatunki szpecieli występują również pospolicie na lipach, klonach i jarzębinie (Boczek 1980; Soika i Kozak 2011, 2013). Chorobą będącą w ostatnich latach coraz większym problemem, zarówno w Polsce jak i innych krajach Europy, jest rewersja czarnej porzeczki (ang. Black currant reversion) (Pluta i in. 2000; Łabanowska i in. 2015). Jest ona również chorobą wirusową, do której występowania przyczynia się szpeciel. Wektorem wirusa rewersji porzeczki czarnej (ang. Black currant reversion virus, BRV, rodzaj: Nepovirus) jest wielkopąkowiec porzeczkowy, Cecidophyopsis ribis (Westwood). Dorosłe i młodociane osobniki C. ribis żerują w pąkach, które powiększają

21 się, ale nie rozwijają się z nich kwiaty, natomiast słabsze deformacje pylników w kwiatach powodują nienormalny wzrost owoców lub ich brak (Oldfield i Proeseler 1996; Susi 2004). Ponadto w ostatnich latach zarówno w Polsce, jak i w innych krajach Europy obserwuje się znaczny wzrost liczebności oraz częstości występowania przebarwiacza malinowego, Phyllocoptes gracilis (Nalepa), a co za tym idzie znaczny wzrost strat powodowanych przez tego szkodnika. Przypuszcza się, że to właśnie P. gracilis może być wektorem wirusa plamistości liści maliny (ang: Raspberry leaf blotch virus, RLBV, rodzaj: Emaravirus), który jest z kolei prawdopodobnie głównym czynnikiem sprawczym zespołu chorobowego Raspberry Leaf Blotch Disorder (RLBD), powodującego coraz większe straty w uprawie malin i jeżyn w Europie (McGavin i in. 2012; Cieślińska i Tartanus 2014; Piotrowski i Łabanowska 2014). Do chwili obecnej nie potwierdzono w badaniach przenoszenia wirusa przez ten gatunek, w związku z powyższym nie można jednoznaczne określić czy P. gracilis jest wektorem.

2.2. STAN WIEDZY NA TEMAT SZKODLIWOŚCI SZPECIELI ZASIEDLAJĄCYCH RÓŻE NA

ŚWIECIE I W POLSCE

Róża ma w naszej kulturze bardzo długą tradycję, zdobiąc ogrody od tysięcy lat, jest bohaterką tysięcy historii, a wokół niej narosła bogata symbolika. Pierwsze wzmianki o uprawie róż pochodzą z Chin z przed około 5 000 lat (Bendahmane i in. 2013). Co ciekawe róże udomowiono niezależnie w Azji oraz Europie, doceniając nie tylko piękno tych roślin, ale wykorzystując je również w medycynie, czy jako materiał do produkcji perfum. Import do Europy róż Azjatyckich (od XIV w.) umożliwił wprowadzenie do gatunków udomowionych na naszym kontynencie czerwonego koloru kwiatów oraz powtarzalności kwitnienia, zmieniając je stopniowo z roślin typowo letnich, na kwitnące nieprzerwanie od wiosny do jesieni (Debener i Byrne 2014). Między innymi te cechy sprawiły, że na przestrzeni wieków róża stała się niekwestionowaną królową europejskich ogrodów, ciesząc się coraz szerszym zakresem barw, rozmiarów kwiatów, zapachów, typów wzrostu i przystosowań środowiskowych. Co ciekawe zaledwie 10 do 20 gatunków róż (z około 150 istniejących na świecie), zostało wykorzystanych do wyhodowania ponad 30 000 znanych nam dziś kultywarów róż, a więc kompleksu odmian mieszańcowych oznaczanych jako Rosa hybrida L. (De Vries i Dubois 1996; Gudin 2001). Obecnie róże są najważniejszymi ze wszystkich roślin ozdobnych uprawianych na kwiaty cięte. Szacuje się, że światowa wartość produkcji tych kwiatów w 2008 roku wyniosła około 24 mld 22 euro (Heinrichs 2008). Rokrocznie produkuje się około 18 miliardów ciętych kwiatów róż, 60– 80 milionów róż doniczkowych oraz 220 milionów krzewów ogrodowych (Bloom i Tsujita 2003; Pemberton i in. 2003). W Polsce rocznie produkuje się około 200 mln ciętych kwiatów róż o wartości około 400 mln zł (Marosz 2014). Róże szlachetne uważane są za jedne z najtrudniejszych w uprawie kwitnących krzewów. Kluczową rolę w efektywnej uprawie tych roślin odgrywa ochrona przed chorobami grzybowymi, bakteryjnymi, wirusowymi, fitoplazmami oraz szeregiem szkodników. W Polsce szpeciele na różach stanowią drugą po przędziorkach najważniejszą grupę szkodników spośród roztoczy i mogą one żerować na zielonej powierzchni roślin, tworząc plamy lub nekrozy. W przypadku braku strategii ochronnych mogą doprowadzić do zamierania całych roślin. Do tej pory na świecie stwierdzono obecność 18 gatunków szpecieli zasiedlających rośliny należące do rodzaju Rosa (Tabela 1).

Tabela 1. Zestawienie wszystkich gatunków szpecieli zasiedlających Rosa sp., wraz z objawami żerowania, rośliną żywicielską oraz lokalizacją typową. Opublikowano w Druciarek i Lewandowski (2016b)

L.p. Nazwa gatunku Objawy żerowania Roślina żywicielska Lokalizacja typowa

1 Acerimina bajgahi Powoduje czarcią miotlastość na Rosa hybrida L., nieznana Bajgah, Shiraz, Iran Kamali,Doryanizadeh & końcowych fragmentach pędów odmiana szlachetna Akrami, 2015 2 Calepitrimerus rosarum Nie podano Rosa sp. Lengshuijiang, prowincja Lin & Kuang, 2001 Hunan, Chiny 3 Callyntrotus schlechtendali Powoduje brązowienie i ordzewienie Rosa canina L., R. multiflora Thunb. Rheinbrohl, Niemcy (Nalepa, 1894) blaszek liściowych 4 Eriophyes rhodites Powoduje fałdowanie liści Rosa spinosissima L. Rauhenstein, Baden bei Nalepa, 1914 Wein, Austria 5 Eriophyes rosae Nie podano Rosa sp. Doddabetta, Nilgiris, Tamil (Mohanasundaram, 1981) Nadu, Indie 6 Neocalepitrimerus rosa Nie podano Rosa laevigata Michx. Fusui county, Chiny Xie, Wei & Qin, 2007 7 Paracolomerus gonglius Brak widocznych objawów Rosa beggeriana Schrenk ex Fisch. & C. Gongliu county, Chiny Li, Wang, Xue & Zhang, 2015 A. Mey. 8 Paraphytoptus rosae Powoduje deformacje liści Rosa canina L. Bruchsal, Niemcy Domes, 2000 9 Phyllocoptes adalius Mozaikowate przebarwienia Rosa sp., nieznana odmiana szlachetna Berkeley, Kalifornia, USA Keifer, 1939 i deformacje liści, spowolnienie rozwoju pąków

L.p. Nazwa gatunku Objawy żerowania Roślina żywicielska Lokalizacja typowa

10 Phyllocoptes chorites Nie podano Rosa sp. Cuyamaca State Park, Kalifornia, Keifer, 1972 USA 11 Phyllocoptes fructiphilus Mozaikowate przebarwienia i Rosa californica Cham & Schlecht. Clarksburg, Kalifornia, USA Keifer, 1940 deformacje liści. Wektor RRV 12 Phyllocoptes linegranulatus Chlorotyczne liście; jeśli Rosa hybrida L., nieznana odmiana Wooster, Ohio, USA (Styer, 1974) wolnożyjące to bezobjawowo szlachetna 13 Phyllocoptruta beggerianae Brak widocznych objawów Rosa beggeriana Schrenk ex Fisch. Xinyuan county, Chiny Li, Wang, Xue & Zhang, 2015 & C. A. Mey 14 Phyllocoptruta huayangiana Brak widocznych objawów Rosa sericea Lindl. subsp. omeiensis Changqing, Huayang county, Xue, Song & Hong, 2010 (Rolfe) A. V. Roberts prowincja Shaanxi, Chiny 15 Rhinophytoptus rosae Nie podano Rosa villosa L. Kökar, Österbygge, Västra Roivainen, 1951 Masskär, Finlandia 16 Rhinophytoptus roxburghis Brak widocznych objawów Rosa roxburghii Tratt. Changqing, Yang Co., prowincja Xue, Song & Hong, 2006 Shaanxi, Chiny 17 Rhinophytoptus sericeaomeiensis Brak widocznych objawów Rosa sericea Lindl. subsp. omeiensis Changqing Nature Reserve, Xue, Song & Hong, 2009 (Rolfe) A. V. Roberts Huayang Town, Chiny 18 Rhinophytoptus tibetirosae Brak widocznych objawów Rosa sp. Bayi Town, Tybetański Region Song, Xue & Hong, 2009 Autonomiczny, Chiny

Jak wspomniano już wcześniej, oprócz szkodliwości bezpośredniej, niektóre z gatunków szpecieli odpowiedzialne są za przenoszenie wirusów, powodujących wiele ważnych gospodarczo chorób roślin. Jedną z najgroźniejszych chorób róż jest rozetowatość lub czarcia miotlastość róży, stwierdzona do tej pory tylko w Północnej Ameryce i oznaczana skrótem RRD (Epstein i Hill 1999). Jest to choroba endemiczna dla tego kontynentu i opisana została po raz pierwszy przez Connors (1941) w prowincji Manitoba w Kanadzie. Rodzime dla Północnej Ameryki gatunki róż wykształciły w procesie ewolucji duży stopień tolerancji lub nawet odporności na chorobę lub jej wektora, nie będąc istotnym źródłem infekcji dla szlachetnych odmian. Sytuacja zmieniła się w XIX wieku, wraz ze sprowadzaniem do USA z Chin, Korei i Japonii róży wielokwiatowej (R. multiflora), gatunku, który powszechnie stosowany był do ogradzania pastwisk, na żywopłoty oraz jako podkładkę do uprawy szlachetnych odmian róż. W pierwszej połowie XX wieku, lokalne władze wielu stanów USA promowały wśród farmerów różę wielokwiatową, jako roślinę świetnie nadająca się do obsadzania poboczy dróg oraz przeciwdziałająca erozji gleb (wysoki i gęsty pokrój kolczastych krzewów). W latach 1930-1950 w Zachodniej Wirginii posadzono ponad 14 mln. (Dugan 1960), a w Północnej Karolinie ponad 20 mln. (Amrine 2014) sadzonek róży wielokwiatowej. Gatunek ten charakteryzuje się bardzo szybkim wzrostem oraz zdolnością do rozmnażania wegetatywnego. Ponadto nasiona róży wielokwiatowej są roznoszone przez ptaki chętnie zjadające owoce tej rośliny (nie są trawione w układzie pokarmowym m.in. rudzików i przedrzeźniaczy, powszechnie występujących na tym kontynencie). Popełnione błędy sprawiły, że w przeciągu kilku następnych dekad róża wielokwiatowa stała się jedną z najbardziej inwazyjnych roślin w Północnej Ameryce, porastając dziesiątki milionów hektarów (Rysunek 2) i dramatycznie redukując wartość terenów rekreacyjnych oraz pastwisk (Brown 1994; Underwood i in. 1996; Jesse i in. 2006). W latach 70-tych XX wieku podjęto pierwsze próby zwalczania róży wielokwiatowej, głównie przy użyciu środków mechanicznych oraz zabiegów herbicydowych. Próby te nie dawały jednak zadowalających rezultatów, ze względu na szybkie odrastanie pędów rośliny oraz dużą liczbę nasion pozostająca w glebie po usuniętych krzewach (jedna roślina produkuje rocznie nawet do 500 000 nasion, zachowujących zdolność do kiełkowania przez co najmniej 10 lat). Z tego względu oczyszczone tereny wymagały dalszego długoletniego i kosztownego planu rekultywacyjnego, wiążącego się z wprowadzaniem dużych ilości herbicydów do środowiska (Jesse i in. 2006; Amrine 2014). Podjęto więc prace nad znalezieniem naturalnych wrogów róży wielokwiatowej, w celu wytypowania kandydatów do biologicznego zwalczania

26 tej rośliny (Doudrick 1984; Doudrick i in. 1986; Amrine i in. 1988; Hindal i in. 1988; Hindal i Wong 1988; Epstein i in. 1993, 1997; Epstein i Hill 1995a, 1995b, 1995c, 1995d, 1997, 1998; Jesse i in. 2006).

Rysunek 2. Zasięg występowania róży wielokwiatowej (R. multiflora) w Północnej Ameryce (2013 r.), źródło: United States Department of Agriculture, National Plant Data Team (http://plants.usda.gov)

W ówczesnym czasie, obiecujące wydawało się wykorzystanie czynnika biologicznego, jakim była rozetowatość róż (RRD) oraz fakt, iż gatunek róży wielokwiatowej wykazywał dużą podatność na tą groźną chorobę (Laney i in. 2011). Pierwotne objawy chorobowe RRD na róży wielokwiatowej charakteryzują się zmianą koloru spodniej strony blaszki liściowej na ciemno czerwony, znacznym wydłużeniem pędów oraz zmianą ich koloru na karmazynowy. Ponadto na pędach tworzy się nadmierna ilość kolców, liście ulegają deformacją i marszczą się. W drugim stadium choroby postępuje deformacja liści oraz wybija dużo pąków śpiących, tworząc zgrupowania wiotkich pędów ze zdeformowanymi liśćmi o krótkich ogonkach, co daje wrażenie rozetowatości lub miotły (stąd nazwa choroby). Zainfekowane części roślin rzadko produkują kwiaty. W trzecim stadium choroby liście są silnie zredukowane i przebarwione na czerwono, ogonki liściowe silnie skrócone, a większość pędów rośliny wybija w krótkie, wiotkie i intensywnie czerwone pędy. System korzeniowy rośliny jest zredukowany, a wzrost 27 wierzchołkowy ograniczony. Rośliny silnie porażone zwykle nie przeżywają zimy, słabiej porażone giną w przeciągu 2-3 lat od infekcji (Szyndel 2004; Windham i in. 2014). Pomimo, że objawy chorobowe na poszczególnych gatunkach róż mogą się w znaczącym stopniu różnić (zwłaszcza na odmianach szlachetnych), niemniej jednak typowym objawem RRD jest czerwienienie pędów, nadmierna ilość kolców i zdeformowanych, krótkich pędów formujących miotlaste zgrupowania na porażonej roślinie. Typowe objawy RRD na jednej z ogrodowych odmian R. hybrida przedstawiono na Rysunku 3.

Rysunek 3. Róża typu Knock Out® z objawami rozetowatości róż (RRD), młode pędy formujące tzw. czarcią miotłę (fot. P. Di Bello)

W wielu stanach USA rozpoczęto rozprzestrzenianie choroby RRD, między innymi poprzez wszczepianie symptomatycznych fragmentów pędów w rośliny zdrowe. W badaniach Epstein i Hill (1999) wykazano, iż zbiegi takie odznaczały się bardzo wysoką skutecznością. Śmiertelność róż na terenie objętym badaniem wynosiła nawet 98% w przeciągu 5-6 lat od rozpoczęcia doświadczeń. Zauważono również, że pędy roślin zainfekowanych rozetowatością róż w porównaniu do roślin zdrowych są znacznie uboższe w skrobię (Windham i in. 2014) oraz sacharozę, co korespondowało z kolei ze wzrostem zawartości glukozy i fruktozy 28 w zainfekowanych roślinach (Epstein i Hill 1999). Fakt ten wskazywany jest jako bezpośrednia przyczyna wymarzania róż porażonych przez RRD w okresie zimowym. Co ciekawe, największe nasilenie symptomów choroby obserwuje się w przypadku róż rosnących w pełnym nasłonecznieniu i krzewy te zamierają najszybciej. Pojedyncze krzewy rosnące pod koronami drzew są w stanie przetrwać dłużej i powiększać bank nasion w otaczającej glebie jeszcze przez kilka następnych lat, stający się niejednokrotnie źródłem ponownego zarastania terenu uwolnionego już od róży wielokwiatowej (Epstein i Hill 1999; Jesse 2006). Ponieważ choroba ta nie jest przenoszona z nasionami róży (I. E. Tzanetakis – informacja ustna), odrastające na danym terenie w kolejnych latach krzewy są zdrowe, przynajmniej do momentu zasiedlenia ich przez wektora. Zalecanie RRD do zwalczania inwazyjnej rośliny, jaką jest róża wielokwiatowa, trwało mniej więcej do końca lat dziewięćdziesiątych ubiegłego wieku. Niestety okazało się, że choroba coraz częściej infekowała także szlachetne odmiany róż, pojawiając się coraz częściej w parkach, rozariach i przydomowych ogródkach. Obecnie jest ogromnym problemem dla producentów i hobbystów róż. Przez ponad 70 lat nieznany był czynnik sprawczy choroby, jednak ustalono, że za jego rozprzestrzenianie odpowiedzialny jest szpeciel – P. fructiphilus (Doudrick i in. 1986). W doświadczeniach prowadzonych przez Epstein i Hill (1999) zauważono, że populacje P. fructiphilus są liczniejsze (nawet 17-krotnie) na symptomatycznych krzewach róży wielokwiatowej w porównaniu do krzewów bez objawów RRD. Ponieważ główną drogą dyspersji szpecieli jest migracja z wiatrem, choroba szybko rozprzestrzenia się z porażonych krzewów róży wielokwiatowej na rośliny nie zainfekowane w okolicy. Częstotliwość tych infekcji proporcjonalnie rosła wraz z rosnącą liczbą zainfekowanych w okolicy roślin. W przeciągu kilku dekad RRD dotarło z Kanady i północno- środkowej części USA do północnego Meksyku (J. A. Acuña-Soto – informacja ustna) i Florydy (Babu i in. 2014). Obecnie w USA mówi się o epidemii powodowanej przez RRD na różach, co zdaniem Di Bello i in. (2015), jest już tak poważnym problemem, że należy ją uznać za najgroźniejszą ze wszystkich chorób róż. Epidemia RRD zagraża nie tylko roślinom uprawianym w przydomowych ogrodach oraz miejskich parkach, ale również szkółkom i rozariom, w których znajduje się wiele unikatowych kolekcji tych roślin. Biorąc pod uwagę ogromne znaczenie ekonomiczne róż na całym świecie, kluczową kwestią było znalezienie odpowiedzi na pytanie co tak naprawdę wywołuje chorobę i jak można jej zapobiegać. Pomimo licznych badań, ustalenie faktycznego czynnika sprawczego RRD trwało ponad 70 lat. Dopiero wyizolowanie pod koniec 2011 roku dwuniciowych fragmentów

RNA z symptomatycznych roślin róży wielokwiatowej przez zespół badaczy z Katedry Fitopatologii, Uniwersytetu w Arkansas, pozwoliło na jednoznaczne stwierdzenie, że przyczyną choroby jest wirus, któremu nadano nazwę wirusa rozetowatości róży i oznaczono skrótem RRV (Laney i inni 2011). W chwili obecnej wspomniany zespół badaczy prowadzi dalsze badania nad pełnym poznaniem genomu wirusa oraz mechanizmami jego przenoszenia (I. E. Tzanetakis – informacja ustna). W zakresie transmisyjności badania nad RRV ograniczają się jedynie do wspomnianego nearktycznego gatunku P. fructiphilus, który nie był do tej pory odnotowany poza obszarem Północnej Ameryki. Wszelkie dostępne dane wskazują, że gatunek ten wyewoluował na kontynencie północnoamerykańskim i nie jest wbrew pojawiającym się czasem opiniom gatunkiem sprowadzonym do USA wraz z różą wielokwiatową. Argumenty przytoczone przez Amrine (2014) mówiące o występowaniu tego gatunku w trudno dostępnych i izolowanych rejonach zachodnich gór skalistych potwierdzają tę hipotezę. Według autora mało prawdopodobnym jest, by gatunek dotarł w izolowane, górskie rejony w relatywnie krótkim czasie jaki upłynął od sprowadzenia róży wielokwiatowej na kontynent. Ponadto pierwsze doniesienia o pojawieniu się RRD w USA pochodziły z centralnej części kontynentu i choroba w ciągu czterech kolejnych dekad rozprzestrzeniała się ku wschodnim i zachodnim wybrzeżom. Jeśli RRD i P. fructiphilus byłyby sprowadzone do USA, doniesienia o pojawieniu się choroby zdaniem autora, pochodziłyby w pierwszej kolejności z gęsto zaludnionych ośrodków wschodniego wybrzeża, dokąd trafiali pierwsi imigranci i gdzie po raz pierwszy sadzono różę wielokwiatową. Amrine (2014) w swojej pracy sugeruje ponadto, że pierwotnym gatunkiem róży na której rozwijał się P. fructiphilus jest Rosa woodsii Lindl., powszechnie występująca w zachodniej części wielkich równin (jako R. woodsii ssp. woodsii) oraz w arktycznych regionach Północnej Ameryki. Natomiast w terenach górzystych, na wyższych wysokościach oraz na zachód od gór skalistych, częściej występującym podgatunkiem jest R. woodsii ssp. ultramontana i co ciekawe, krzewy tego podgatunku nawet po zainfekowaniu RRD nie obumierają w całości, pozbywając się jedynie zainfekowanych chorobą pędów, które obumierają przy szyjce korzeniowej wraz z nastaniem zimy (Allington i in. 1968). Zdaniem autorów tych obserwacji, pozostałe części porażonych roślin najczęściej nie wykazują symptomów RRD w kolejnych latach, a więc są prawdopodobnie od niej wolne, wykazując tym samych pewien stopień tolerancji wobec wirusa. Pomimo ustalenia faktycznego czynnika sprawczego choroby, jakim jest wirus, nadal niewiele wiemy na temat sposobów jego przenoszenia, czy relacji występujących

30 w trójtroficznym układzie wirus-wektor-roślina. Dalszych prac wymaga określenie czy P. fructiphilus jest faktycznie jedynym wektorem RRV (Amrine 2002), biorąc pod uwagę fakt, iż wykazuje on ogromne podobieństwo morfologiczne w stosunku do innego gatunku należącego do tego samego rodzaju, jakim jest P. adalius (Keifer 1939a, 1940). Phyllocoptes adalius jest prawdopodobnie najczęściej występującym na świecie gatunkiem spośród szpecieli zasiedlających róże. Zasiedla on rośliny rosnące w różnych typach siedlisk: stanowiskach naturalnych, parkach, ogrodach oraz w uprawie szklarniowej w Europie, Azji i Północnej Ameryce. Autorem opisów obu gatunków jest Keifer, który uznał P. adalius za dominujący na zachodnim wybrzeżu USA (Keifer 1939a), gdzie znalazł i opisał również P. fructiphilus (Keifer 1940). Cztery lata później znaleziono go po raz pierwszy na kontynencie Europejskim w Finlandii (Liro 1943), następnie w Szwecji (Roivainen 1947, 1950), Polsce (Boczek 1969) i Chinach (Kuang 1995). Co ciekawe w Finlandii opisano go po raz pierwszy pod nazwą Eriophyes rosarum (Liro, 1943), na podstawie osobników zebranych w miejscowości Merimasku z Rosa caesia Smith (pierwotnie wymieniana jako Rosa coriifolia Fries). Osiem lat później gatunek został jednak przeniesiony przez Roivainen (1951) do rodzaju Phyllocoptes. Ostatecznie Amrine i Stasny (1996), biorąc pod uwagę bardzo duże podobieństwo morfologiczne pomiędzy Phyllocoptes rosarum i P. adalius, synonimizowali oba gatunki i tym samym nazwa E. rosarum została uznana za junior synonim dla gatunku P. adalius. W Polsce P. adalius w ciągu ostatnich kilku lat staje się coraz większym problemem w szklarniowej uprawie róż (Łabanowski 2009). Uszkodzenia powodowane przez ten gatunek w początkowym okresie charakteryzują się mozaikowato-czerwonymi przebarwieniami i deformacjami liści, aż po silne zatrzymanie rozwoju pąków kwiatowych i ostatecznie zahamowanie wzrostu całej rośliny (Rysunek 4). Objawy te, mogą być szczególnie widoczne na nowo rozwijających się pędach o delikatnych tkankach, które już w tym okresie mogą być miejscem żerowania setek szpecieli (Łabanowski 2009). Pomimo dużego znaczenia ekonomicznego P. adalius, nadal niewiele wiadomo na temat biologii i ekologii tego gatunku. Niestety do tej pory tylko nieliczne prace opisują wybrane aspekty dotyczące wspomnianych dziedzin dla szpecieli zasiedlających róże (Kassar i Amrine 1990). Przypuszcza się, że P. adalius posiada złożony cykl życiowy, co po raz pierwszy zasugerowane zostało przez Roivainen (1951), a następnie przez Baker i in. (1996), jednak autorzy ci nie podali szczegółowej charakterystyki obu typów samic. Niepełne opisy oraz duże podobieństwo morfologiczne gatunków należących do rodzaju Phyllocoptes zasiedlających róże, może dodatkowo utrudniać prawidłową identyfikację obu form samic

P. adalius. Brak podstawowej wiedzy na temat biologii P. adalius wynika z faktu, że również jego parametry rozwojowe nie były do tej pory badane. Kolejnym z gatunków ściśle wyspecjalizowanym w stosunku do róż i podobnie jak P. adalius występującym również w naszym kraju jest Callyntrotus schlechtendali (Nalepa). Gatunek ten opisano pierwotnie w Niemczech na róży dzikiej (Rosa canina L.), ale notowany jest również na szlachetnych odmianach róż. Oprócz stwierdzeń z Europy (Liro i Roivainen 1951; Boczek 1964; Farkas 1966; Bagdasarian 1967; Natcheff 1981), stwierdzono go również w Azji (Xue i Zhang 2009) i Północnej Ameryce, gdzie został redeskrybowany przez Keifer (1939b) na podstawie osobników zebranych z róży wielokwiatowej. Objawy żerowania gatunku to brązowienie pędów oraz liści róż, określane w literaturze mianem ordzewienia zielonych części roślin. Cechą charakterystyczną dla rodzaju Callyntrotus jest posiadanie na opistosomie podłużnych grzebieni pokrytych woskową wydzieliną. Niektóre z gatunków szpecieli są zdolne do wydzielania takich struktur, przybierających różnoraki charakter. Mogą one w zależności od gatunku mieć formę pasków, grzebieni, bądź płytek, aż po okrycie całego ciała „wełnistą”, woskową warstwą (Manson i Gerson 1996). Osobniki takie często charakteryzują się jasnym kolorem ciała, a wydzielany przez nie wosk może być na tyle istotny, by pełnić ważną cechę taksonomiczną. Szpeciele wytwarzające wosk podzielone zostały prze Manson i Gerson (1996) na dwie kategorie: (a) te, które produkują przede wszystkim podłużne struktury woskowe oraz (b) te, u których wosk przybiera bardziej kłaczkowatą formę, z pokryciem całego ciała „wełnistą”, woskową okrywą włącznie.

Rysunek 4. Uszkodzenia spowodowane żerowaniem gatunku Phyllocoptes adalius na róży: A – mozaikowato-czerwone przebarwienia młodych liści; B – karłowaty pęd kwiatowy; C – zdeformowany, zamierający kwiat; D – szpeciele ogładzające płatki ; E – zamieranie nowo rozwijających się pędów; F – korkowacenie zasiedlonych tkanek (fot.: M. Lewandowski i T. Druciarek)

W przypadku gatunku C. schlechtendali mamy do czynienia z rzędami podłużnych woskowych grzebieni, występującymi na dorsalnej części opistosomy oraz z woskowymi płatami występującymi wzdłuż linii tarczy prodorsalnej (Keifer 1939b). Warto zaznaczyć, iż wosk produkowany przez szpeciele może łatwo odpadać od ich ciała w czasie preparacji oraz być w pewnym stopniu rozpuszczany w płynach preparacyjnych. Dlatego dopiero wykonanie dobrych zdjęć spod mikroskopu skaningowego, pozwala na pełną ocenę skomplikowanych woskowych struktur (Manson i Gerson 1996). Trzecim i zarazem ostatnim z gatunków szpecieli (po P. adalius i C. schlechtendali), stwierdzonym na różach rosnących w Polsce jest Rhyncaphytoptus rosae Roivainen, opisany

33 pierwotnie w Finlandii na róży jabłkowatej (Rosa villosa L.) (Roivainen 1951). W naszym kraju było to tylko jednorazowe stwierdzenie i to zaledwie kilku osobników tego gatunku, zebranych z niezidentyfikowanego gatunku róży rosnącej na terenach leśnych w pobliżu Białegostoku (Bocian 2011). Samice tego gatunku są wolnożyjące, mają ciemno pomarańczową barwę i wrzecionowatą budowę ciała. Brak niestety jakichkolwiek informacji na temat jego szkodliwości. Roivainen (1951) opisując gatunek nie znalazł osobników męskich i co ciekawe, równocześnie z R. rosae, stwierdził na roślinie żywicielskiej obecność tylko męskich osobników innego jego zdaniem gatunku z tej samej rodziny, Rhyncaphytoptus rosarum (Roivainen). Gatunek ten należy najprawdopodobniej uznać za synonim R. rosae, który charakteryzuje się przypuszczalnie złożonym cyklem życiowym i występowaniem w ciągu roku dwóch różnych typów samic (Amrine i de Lillo 2003). Jak już wcześniej wspominano, największą szkodliwością wśród szpecieli zasiedlających róże cechują się gatunki z rodzaju Phyllocoptes. Pierwotnie były one reprezentowane przez sześć gatunków, biorąc jednak pod uwagę podobieństwo morfologiczne, P. rosarum został synonimizowany z P. adalius, natomiast P. slinkardensis z P. fructiphilus. W związku z powyższym, obecne na różach występują cztery gatunki należące do tego rodzaju, cechujące się dużym podobieństwem (Amrine i Stasny 1994, 1996). Oprócz opisanych już P. adalius i P. fructiphilus, Keifer opisał również Phyllocoptes chorites Keifer, który notowany był wyłącznie w USA. Podstawą jego wyznaczenia jako odrębnego gatunku, był inny w stosunku do P. adalius kształt mikroguzków oraz różnice w urzeźbieniu tarczy prodorsalnej, składającej się z bardzo krótkiej i przerywanej linii medialnej, połączonej z również przerywanymi liniami admedialnymi. Ponadto pozostałe linie biegnące przez całą długość tarczy u P. chorites nie posiadają w przeciwieństwie do P. adalius żadnych poprzecznych połączeń (Keifer 1972). Czwarty z gatunków należących do tego taksonu, którego występowanie również ogranicza się tylko do USA, jest Phyllocoptes linegranulatus (Styer). Autor opisał gatunek na podstawie osobników zebranych w Ohio, z uprawowej odmiany róży o nieznanej nazwie, podając iż powodował on mozaikowate przebarwienia i deformacje liści tej rośliny (Styer 1974). Pomimo sugestii Amrine i Stasny (1994) o uznaniu gatunku za junior synonim P. rosarum (uznanego z kolei za junior synonim P. adalius), gatunek ten należy uznać za ważny, z taksonomicznego punku widzenia (Amrine i Stasny 1996). Róże zasiedlane są ponadto przez dwa gatunki należący do rodzaju Eriophyes. Pierwszy z nich, Eriophyes rhodites Nalepa, opisany został na podstawie osobników zebranych w Austrii z róży gęstokolczastej (Rosa spinosissima L.) (Nalepa 1914). Niestety, informacje podane

34 w opisie gatunku wykonanym ponad 100 lat temu są ubogie i nie zawiera on rysunków. Drugi z gatunków należący do wspomnianego rodzaju to Eriopyhyes rosae (Mohanasundaram), opisany na podstawie osobników zebranych w Indiach, jako gatunek zasiedlający jedynie górą powierzchnię liści róż (Mohanasundaram 1981). Podobną strategię rozwojową w przypadku gatunków zasiedlających róże stwierdzono jedynie u Paraphytoptus rosae Domes, opisanego w Niemczech na róży dzikiej (Domes 2000). Charakterystyczną cechą szpecieli należących do tego rodzaju jest zmienna budowa pierścieni opistosomy. Pierścienie w przedniej części ciała obejmują zarówno grzbietową jak i brzuszną część, natomiast w tylnej, są podzielone na tergity i sternity. Ponadto w 2015 roku w Iranie opisano nowy, wolnożyjący gatunek należący do rodzaju Acerimina, który znaleziony został na nieokreślonej odmianie róż ozdobnych. Co ciekawe Acerimina bajgahi Kamali, Doryanizadeh & Akrami, jest gatunkiem powodującym czarcią miotlastość na końcowych fragmentach pędów róż (Kamali i in. 2015), a więc objawy podobne jak w przypadku infekcji RRV. Na chwilę obecną brak jednak jakichkolwiek informacji o testach wykonanych na obecność RRV wobec „symptomatycznych” roślin zasiedlonych przez ten gatunek w Iranie. Osiem pozostałych gatunków zasiedlających róże to szpeciele opisane i stwierdzone do tej pory tylko w Chinach, należą do nich: Paracolomerus gonglius Li, Wang, Xue & Zhang; Phyllocoptruta beggerianae Li, Wang, Xue & Zhang; Phyllocoptruta huayangiana Xue, Song & Hong; Rhinophytoptus roxburghis Xue, Song & Hong; Rhinophytoptus sericeaomeiensis Xue, Song & Hong; Rhinophytoptus tibetirosae Song, Xue & Hong; Calepitrimerus rosarum Lin & Kuang; Neocalepitrimerus rosa Xie, Wei & Qin. W przypadku wszystkich z nich, na zasiedlonych roślinach róż nie zaobserwowano żadnych specyficznych uszkodzeń związanych z ich żerowaniem. Lokalizacje typowe wszystkich opisanych do tej pory gatunków szpecieli z róż przedstawiono na Rysunku 5.

Rysunek 5. Lokalizacje typowe wszystkich gatunków szpecieli występujących na Rosa sp. (sporządzono na podstawie oryginalnych opisów gatunków)

Przedstawiona powyżej historia odkryć gatunków zasiedlających róże wskazuje, że status taksonomiczny wielu z nich jest niepewny. Szczególnie dotyczy to gatunków należących do rodzaju Phyllocoptes, w którego skład wchodzą najgroźniejsze szkodniki tych roślin. Wszystkie z nich cechuje duże podobieństwo, jednak na dzień dzisiejszy trudno jest ustalić ich faktyczny stopień pokrewieństwa. Do rozwiązania tego problemu konieczne jest zastosowanie technik molekularnych oraz prowadzenie dalszych badań faunistycznych, w szczególności zbierania prób z przedstawicieli większej liczby gatunków należących do bogatego taksonomicznie rodzaju Rosa (Navia i in. 2013b; Windham i in. 2014).

3. PROBLEMY BADAWCZE I CELE PRACY

Problematyka badawcza przyjęta w ramach niniejszej pracy wynika z faktu, że: 1. Szpeciele zasiedlające róże w Polsce są bardzo słabo poznane, a obserwacje prowadzone na świecie dla tej grupy mają charakter głownie taksonomiczny. Konieczne jest wieloaspektowe przebadanie tej grupy roztoczy, zwłaszcza w obliczu groźnej choroby róż (RRD) rozprzestrzeniającej się w Północnej Ameryce. 2. Obecna systematyka szpecieli budzi poważne kontrowersje i uważana jest w dużej mierze za nieprawidłową i nie odzwierciedlającą zmian zachodzących podczas ewolucji tej grupy roztoczy (Nuzzaci i de Lillo 1996). Pośród gatunków zasiedlających róże dotyczy to szczególnie rodzaju Phyllocoptes, w którego skład wchodzą najgroźniejsze szkodniki róż. Wszystkie z nich cechuje duże podobieństwo i na dzień dzisiejszy trudno jest ustalić ich faktyczny stopień odrębności gatunkowej. 3. Nadal nieznane są aspekty dotyczące biologii i ekologii najczęściej występujących na różach gatunków szpecieli. Badania nad podstawowymi cechami biologicznymi są niezbędne do dalszego poszerzenia wiedzy na temat tych roztoczy (Manson i Oldfield 1996). Umożliwi to uzyskanie odpowiedzi na wiele pytań dotyczących zmian zachodzących w populacjach, dlaczego organizmy wykształciły takie a nie inne typy cykli życiowych, czy poznanie zdolności ich rozprzestrzeniania się. Szczegółowe dane dotyczące demografii tych gatunków są niezbędne do prowadzenia badań o charakterze użytkowym, których wyniki mogą stanowić podstawę planowania skutecznych zaleceń ochrony. 4. Szpeciele są grupą fitofagicznych roztoczy o dużej szkodliwości oraz istotnym znaczeniu gospodarczym, coraz bardziej wzrastającym w obliczu rozwoju technik biologii molekularnej, powszechnie wykorzystywanych w wirusologii roślin.

Poniżej przedstawiono cele badawcze przyjęte w ramach niniejszej pracy:

3.1. FAUNISTYKA I TAKSONOMIA SZPECIELI ZASIEDLAJĄCYCH RÓŻE W POLSCE

1. Identyfikacja gatunkowa szpecieli zasiedlających róże rosnące w Polsce w różnych typach siedlisk: stanowiskach naturalnych, parkach, ogrodach, szkółkach oraz w uprawie szklarniowej. 2. Analiza parametrów zasiedlania: intensywności, ekstensywności i zagęszczenia najczęściej występujących gatunków. 3. Wykonanie opisu uzupełniającego, najistotniejszego w naszym kraju z ekonomicznego punktu widzenia gatunku P. adalius. 4. Wykonanie opisów dwóch nowych gatunków szpecieli zasiedlających róże. 5. Weryfikacja odrębności gatunkowej P. fructiphilus, potwierdzonego wektora RRV. 6. Analiza filogenetyczna pokrewieństwa gatunków szpecieli występujących na różach z wykorzystaniem dwóch markerów molekularnych. 7. Określenie możliwości krzyżowania się gatunków P. resovius i P. adalius i ustalenie ich faktycznego statusu taksonomicznego. 8. Weryfikacja symptomatycznych prób zebranych w czasie prowadzonych badań faunistycznych na obecność wirusa RRV.

3.2. BIOLOGIA GATUNKÓW WYSTĘPUJĄCYCH NA RÓŻACH W POLSCE

1. Opracowanie laboratoryjnej metody hodowli szpecieli na różach. 2. Potwierdzenie występowania złożonego cyklu życiowego z dwoma formami samic u gatunku P. adalius. 3. Porównanie biologii gatunku P. adalius hodowanego w różnych temperaturach. 4. Porównanie biologii najczęściej występujących gatunków szpecieli na różach w Polsce. 5. Porównanie parametrów reprodukcyjnych zaplemnionych i niezaplemnionych samic P. adalius. 6. Porównanie parametrów reprodukcyjnych protogynnych i deutogynnych samic P. adalius.

4. MATERIAŁ I METODY

4.1. FAUNISTYKA I TAKSONOMIA SZPECIELI ZASIEDLAJĄCYCH RÓŻE W POLSCE

4.1.1. Teren badań

Badania składu gatunkowego roztoczy zasiedlających róże prowadzono w latach 2011– 2015. Na terenie Polski próby pobrano z 81 stanowisk (Rysunek 6), zarówno z róż rosnących na stanowiskach naturalnych (21), jak również z odmian uprawianych w szklarniach (10), szkółkach (4), parkach (34) i ogrodach (12). Dodatkowo pobrano próby z róż rosnących na stanowiskach naturalnych oraz z ogrodów w USA (21), Finlandii (14), Izraelu (5), Włoszech (4), Turcji (9) i Holandii (1). Łącznie badania objęły 135 stanowisk, których pełen spis znajduje się w Załączniku 1 do niniejszej pracy.

Rysunek 6. Rozmieszczenie stanowisk badawczych na terenie Polski (powiększenie: Warszawa i okolice – 33 stanowiska)

4.1.2. Pozyskiwanie materiału roślinnego, makroskopowa obserwacja roślin, pozyskiwanie i preparacja szpecieli do badań mikroskopowych

Na każdym ze stanowisk badawczych pobrano 30 prób, którą stanowiły losowo zebrane liście. W przypadku upraw szklarniowych pobrano po 30 prób z każdej z odmian uprawianej w danym obiekcie. Próby umieszczono w plastikowych torebkach strunowych, etykietowano i przewieziono do laboratorium, gdzie przy użyciu mikroskopu stereoskopowego, zostały zbadane na obecność roztoczy. W przypadku, gdy przeglądanie prób nie było możliwe bezpośrednio po ich zebraniu, przechowywano je w temperaturze 4 °C, przez okres nie dłuższy niż dwa tygodnie. Szpeciele liczono na dolnej jak i górnej stronie liści, cześć zbierano i preparowano w płynie Berlese’a (Amrine i Manson 1996), w celu potwierdzenia przynależności gatunkowej. Preparaty mikroskopowe szpecieli były prześwietlane na płycie grzejnej w temperaturze 68 °C przez 24 godziny, a następnie suszone przez dwa do trzech tygodni w temperaturze 40 °C. Preparaty etykietowano, a po wysuszeniu krawędzie szkiełek nakrywkowych zabezpieczano lakierem do paznokci. Próby pobrane z roślin, w przypadku których stwierdzono symptomy sugerujące obecność wirusa RRV, etykietowano i przechowywano w temperaturze minus 70 °C, aż do momentu dalszych analiz. W przypadku 14 stanowisk wyszczególnionych w Tabeli 2, zmierzono powierzchnię pobranych liści przy użyciu skanera oraz programu Digishape (Cortex Nova 2005). Ponieważ średnia powierzchnia liści pochodząca z tych stanowisk wynosi 25 cm2, liczbę szpecieli stwierdzonych na danym liściu przeliczono na średnią powierzchnię liścia.

Tabela 2. Lista stanowisk uwzględnionych przy określeniu parametrów zasiedlania róż przez szpeciele

Lp. Lokalizacja Gatunek i ‘odmiana’ Typ siedliska

1. Jabłonna R. hybrida ‘Duet’ Uprawa szklarniowa

2. Jabłonna R. hybrida ‘Red Berry’ Uprawa szklarniowa

3. Boguchwała R. hybrida ‘Merry Me’ Uprawa szklarniowa

4. Wólka Kossowska R. hybrida ‘Red Love’ Uprawa szklarniowa

5. Wólka Kossowska R. hybrida ‘Waw’ Uprawa szklarniowa

6. Ogród Saski R. hybrida Uprawa ogrodowa

7. Ogród Pałacu w Wilanowie R. hybrida Uprawa ogrodowa

Lp. Lokalizacja Gatunek i ‘odmiana’ Typ siedliska

8. Ogród Botaniczny w Powsinie R. hybrida ‘Falstaff Ausverse’ Uprawa ogrodowa

9. Ogród Botaniczny w Powsinie R. hybrida ‘Apricot Nectar’ Uprawa ogrodowa

10. Warszawa Natolin 1 R. hybrida Stanowisko naturalne

11. Warszawa SGGW R. hybrida Stanowisko naturalne

12. Szadek R. hybrida Stanowisko naturalne

13. Warszawa Natolin 2 R. hybrida Stanowisko naturalne

14. Płońsk R. hybrida Stanowisko naturalne

4.1.3. Parametry opisujące stopień zasiedlania

W celu określenia stopnia zasiedlenia róż przez szpeciele obliczono następujące parametry (Bush i in. 1997; Skoracka 2004):

1. Intensywność zasiedlania – średnia liczba osobników danego gatunku przypadająca na zasiedloną przez szpeciele próbę, obliczona na podstawie wzoru:

푛 1 퐼 = ∑ 푚 푘 푖 푖=푙 gdzie: k – liczba zasiedlonych przez szpeciele liści

mi – liczba osobników danego gatunku stwierdzonych na i-tym liściu w próbie n – liczba wszystkich liści w próbie

2. Ekstensywność zasiedlania – jest to stosunek liczby prób zasiedlonych przez szpeciele do liczby wszystkich zebranych prób; obliczona na podstawie wzoru:

푘 퐸 = 100% 푛

gdzie: k – liczba zasiedlonych przez szpeciele liści n – liczba wszystkich liści w próbie

3. Zagęszczenie – średnia liczba osobników szpecieli przypadająca na każdą próbę, obliczona na podstawie wzoru:

푛 1 푍 = ∑ 푚 푛 푖 푖=푙 gdzie:

mi – liczba osobników danego gatunku stwierdzonych na i-tym liściu w próbie n – liczba wszystkich liści w próbie

4.1.4. Opisy nowych gatunków oraz opis uzupełniający Phyllocoptes adalius

Opisy nowych gatunków, jak również opis uzupełniający P. adalius, wykonane zostały na podstawie osobników spreparowanych w płynie Berlese, zgodnie z metodyką opisaną przez Amrine i Menson’a (1996). W zamieszczonych opisach stosowano nomenklaturę morfologiczną zaproponowana przez Lindquist (1996) oraz klasyfikację systematyczną na podstawie Amrine i in. (2003). Pomiary i rysunki taksonomiczne wykonano zgodnie z zaleceniami Amrine i Mensona’a (1996) oraz de Lillo i in. (2010), przy użyciu mikroskopów świetlnych Olympus BX41, wyposażonych w urządzenie kontrastu fazowego oraz kamerę cyfrową Colour View IIIu. Zestaw ten, wraz z programem Olympus Soft Imaging System Cell^D®, umożliwiał wykonywanie pomiarów na obrazie przekazywanym bezpośrednio z mikroskopu, co znacznie zwiększało dokładność pomiarów, zwłaszcza w przypadku mierzenia długości szczecin. Długość nóg mierzono od tylnej krawędzi krętarza do czubka stopy. Pozycję szczecin na nogach mierzono od tylnej krawędzi segmentu, na którym szczecina występuje. Pozycja szczecin c2, d, e oraz f została policzona od pierwszego pełnego pierścienia strony brzusznej, występującego po tylnej krawędzi biodra II. W przypadku nowych gatunków wyniki podano jako wartości cech holotypu oraz, w nawiasie, zakresy wartości tych cech dla paratypów. Dla samców i osobników młodocianych, jak również w przypadku opisu uzupełniającego P. adalius, podano tylko zakresy wartości

43 cech. Materiał utrwalony na preparatach zdeponowano w kolekcji Katedry Entomologii Stosowanej, SGGW w Warszawie oraz w kolekcji Muzeum i Instytutu Zoologii Polskiej Akademii Nauk w Warszawie.

4.1.5. Zmienność morfologiczna Phyllocoptes adalius

W celu określenia zmienności morfologicznej pomiędzy populacjami P. adalius wykorzystano osobniki zebrane w okresie 27 sierpnia – 8 października 2012 r. z trzech lokalizacji w Polsce: Ogród Pałacu Króla Jana III w Wilanowie 52°09'52.2"N, 21°05'23.8"E (PL_Wil); Ogród Botaniczny PAN w Powsinie, 52°06'29.3"N, 21°05'43.6"E (PL_Pow); Ogród Saski, 52°14'29.4"N, 21°00'19.4"E (PL_Sas); oraz z jednej lokalizacji zebranej 11 października 2014 r. w Finlandii (na terenie miasta Turku), 60°27'14.7"N, 22°16'41.0"E (FI_Tur). Z każdej badanej populacji wybrano po 30 osobników protogynnych i deutogynnych samic. Wyjątek stanowiła populacja pochodząca z Finlandii, z której wybrano 26 osobników protogynnych i deutogynnych samic, spreparowanych na preparatach mikroskopowych zgodnie z metodyka opisana powyżej. Do pomiarów wybierano jedynie samice położono grzbietowo-brzusznie, nieuszkodzone i odpowiednio prześwietlone. Pomiary wykonano przy użyciu mikroskopu świetlnego i zestawu opisanego powyżej. Dla każdego z badanych osobników wykonano pomiary 24 cech ilościowych, przedstawionych na Rysunku 7. Zmienność pomiędzy osobnikami pod względem badanych cech morfologicznych badano przy pomocy analizy zmiennych kanonicznych (Krzanowski 2000). Zmienną grupującą była kombinacja lokalizacji i formy samicy. Wartości wszystkich cech były poddane standaryzacji, tak by ich średnia wynosiła 0 a wariancja 1, dzięki czemu miały one taką samą wagą w przeprowadzonej analizie. Analiza została przeprowadzona w pakiecie MASS (Venables i Ripley 2002) w środowisku R (R Development Core Team 2010).

4.1.6. Pomiary morfometryczne szpecieli

Obserwacje morfologiczne oraz pomiary morfometryczne szpecieli utrwalonych na preparatach zostały wykonane z użyciem dwóch mikroskopów świetlnych Olympus, wyposażonych w urządzenia kontrastowo-fazowe. Do pomiarów wykorzystano program Olympus Soft Imaging System, Cell^D®. Wszystkie pomiary podano w mikrometrach (µm).

Do opisów wybierano osobniki o odpowiednim ułożeniu (grzbietowo-brzusznym), nie uszkodzone i dobrze prześwietlone, starając się zmierzyć odpowiednio dużą ilość okazów. W zamieszczonych opisach stosowana jest nomenklatura morfologiczna zaproponowana przez Lindquist (1996) oraz klasyfikacja systematyczna na podstawie Amrine i in. (2003). Długość nóg mierzono od tylnej krawędzi krętarza (trochanter) do czubka stopy (tarsus). Pozycję szczecin na nogach mierzono od tylnej krawędzi segmentu na którym szczecina występuje. Pozycja szczecin c2, d, e oraz f została policzona od pierwszego pełnego pierścienia strony brzusznej, występującego po tylnej krawędzi biodra II. W celu wykonania opisu uzupełniającego dla gatunku P. adalius (Druciarek i in. 2016a), do pomiarów morfometrycznych wybrano po 30 protogynnych i deutogynnych samic pochodzących z każdej z wymienionych wcześniej lokalizacji (podrozdział 4.1.5). Objaśnienie dotyczące struktur i nazewnictwa stosowanego w opisie uzupełniającym gatunku P. adalius przedstawiono na Rysunku 7. Wykonano pomiary 24 cech dla każdego z osobników. Pomiary poszczególnych cech podano jako zakres wyników dla osobników n (liczbę n wyszczególniono w nawiasie na początku opisu). W przypadku opisu nowych gatunków nawiasy z zakresem wyników dla n osobników (paratypy) poprzedzono wynikiem pomiaru dla holotypu. Materiał utrwalony na preparatach zdeponowano w kolekcji Katedry Entomologii Stosowanej, SGGW w Warszawie oraz w kolekcji Muzeum i Instytutu Zoologii Polskiej Akademii Nauk w Warszawie.

Rysunek 7. Zestawienie cech wykorzystanych w analizie morfometrycznej i opisie uzupełniającym gatunku P. adalius. Rozwinięcie skrótów: A – długość opistosomy, B – długość tarczy prodorsalnej, C – długość szczeciny sc, D – odległość między szczecinami sc, E – liczba pierścieni grzbietowych, F – liczba pierścieni brzusznych, G – długość szczeciny c2, H – długość szczeciny d, I – długość szczeciny e, J – długość szczeciny f, K – długość otworu genitalnego, L – szerokość otworu genitalnego, M – długość szczeciny 3a, N – odległość między szczecinami 3a, O – długość szczeciny 1b, P – odległość między szczecinami 1b, Q – długość szczeciny 1a, R – odległość między szczecinami 1a, S – długość szczeciny 2a, T – odległość między szczecinami 2a, U – długość goleń I, W – długość stopa I , X – długość goleń II, Y – długość stopa II. Opublikowano w Druciarek i in. (2016)

4.1.7. Klateczka do doświadczeń ze szpecielami

Na potrzeby doświadczeń zmodyfikowano i zaadaptowano klateczki Mungera, wykorzystywane dotychczas w hodowli drapieżnych roztoczy (Overmeer 1985). Klateczkę (z małą areną hodowlaną) zbudowano z pięciu elementów wykonanych z tworzywa PET o wymiarach 100×50 milimetrów każdy i grubości dwóch lub pięciu milimetrów (Rysunek 8), ułożonych w następującej kolejności: 2 mm warstwa spodnia (a), 2 mm warstwa wokół której owinięto papierową chusteczkę z ułożonym na niej spodnią stroną do góry przylistkiem (b), 2 mm warstwa z 10 mm okrągłym otworem w środku tworzącym arenę hodowlaną (c), uszczelnienie z nietoksycznej plasteliny wokół areny hodowlanej (d), 7 mm warstwa z 30 mm okrągłym otworem w środku zwiększającym przestrzeń nad areną (e), 2 mm warstwa wierzchnia z 10 mm otworem wentylacyjnym w środku, przysłoniętym przyklejoną gazą (f). Wszystkie warstwy wchodzące w skład klateczki utrzymywano razem przy użyciu gumek „recepturek”. W przypadku hodowli szpecieli na potrzeby obliczenia proporcji płci usunięto warstwę (c). Właściwą arenę hodowlaną tworzyła w tym przypadku warstwa (e) z 30 mm okrągłym otworem w środku, uszczelniona wokół swej dolnej krawędzi plasteliną (duża arena hodowlana). Schemat zmodyfikowanej klatki wraz z jej opisem został opublikowany w czasopiśmie Experimental and Applied Acarology (Druciarek i in. 2014).

Rysunek 8. Zmodyfikowana klateczka Munger’a stosowana w doświadczeniach ze szpecielami. Opis poszczególnych elementów klateczki zamieszczono w tekście powyżej 47

4.1.8. Hybrydyzacja międzygatunkowa Phyllocoptes adalius i Phyllocoptes resovius

4.1.8.1. Schemat przeprowadzonych doświadczeń

Doświadczenia dotyczące możliwość krzyżowania się gatunków P. adalius i P. resovius przeprowadzono w klateczkach hodowlanych (opisanych w podrozdziale 4.1.7) w trzech etapach. Doświadczenia prowadzono w komorach hodowlanych Sanyo MLR-350, w warunkach kontrolowanych (25 °C; 16L:8D; 70-80% RH). Klateczki sprawdzano w dwunasto godzinnych odstępach czasu przy użyciu mikroskopu stereoskopowego, a wyniki obserwacji zapisywano w tabeli hodowlanej. Doświadczenia wykonano w 10 powtórzeniach dla każdej z kombinacji. Pełen schemat przedstawiający krzyżowania wykonane w ramach doświadczenia zamieszczono na Rysunku 9. W doświadczeniu pierwszym oceniono możliwość pobierania przez samice spermatoforów pochodzących od samców drugiego z gatunków, jak również przeżywalność i proporcje płci w uzyskanym w wyniku krzyżowania hybrydowym potomstwie (pokoleniu F1). Dla samic P. adalius, były to spermatofory złożone przez samce P. resovius, natomiast dla samic P. resovius, były to spermatofory złożone przez samce P. adalius. Doświadczenie wykonano w czterech kombinacjach, oznaczonych poniżej pierwszą z liter jako pokolenie hybrydowe (H), lub kontrolne (K) oraz drugą z liter charakteryzującą gatunek samic użytych w krzyżowaniu, P. adalius (A), lub P. resovius (R):  1HA – samice P. adalius i samce P. resovius (hybrydowe potomstwo)  1HR – samice P. resovius i samce P. adalius (hybrydowe potomstwo)  1KA – samice P. adalius i samce P. adalius (kontrola)  1KR – samice P. resovius i samce P. resovius (kontrola) W doświadczeniu tym na arenę hodowlaną w każdej z klateczek nakładano po 10 osobników, określanych jako pokolenie F0, pochodzących z hodowli zachowawczych. Wśród osobników tych było pięć samic (w stadium znieruchomiałej nimfy) jednego z gatunków oraz pięć dorosłych samców (otrzymanych w osobnej klateczce od niezaplemnionej samicy) drugiego z gatunków, lub tego samego gatunku w przypadku kombinacji kontrolnych. Przez okres pięciu kolejnych dni samice mogły pobierać spermatofory produkowane w tym czasie przez samce oraz składać na arenie jaja. Po tym okresie, osobniki pokolenia F0 usuwano i preparowano w celu ostatecznej weryfikacji płci. W przypadku stwierdzenia pomyłki, dotyczącej przeniesienia na arenę osobnika niewłaściwej płci, taką klateczkę usuwano i zastępowano

48 nową. Następnie liczono liczbę złożonych na arenie jaj, a od momentu pojawienia się pierwszych osobników dorosłych pokolenia F1, wybierano je dwa razy na dobę i preparowano.

Na tej podstawie możliwe było określenie proporcji płci w pokoleniu F1 (stosunek liczby samic do wszystkich osobników w doświadczeniu) oraz jego przeżywalności (stosunek liczby osobników dorosłych do pierwotnej liczby jaj i larw znajdujących się na arenie). Przeglądanie klateczek i preparowanie osobników dorosłych dwukrotnie w ciągu doby, miało na celu niedopuszczenie do wydania potomstwa przez osobniki pokolenia F1, co mogłoby skutkować zafałszowaniem wyniku. W doświadczeniu drugim oceniono przeżywalność oraz proporcje płci osobników drugiego pokolenia (F2). W tym celu na arenę hodowlaną nakładano po pięć dorosłych i zaplemnionych samic uzyskanych w wyniku krzyżowania gatunków w doświadczeniu pierwszym (1HA, 1HR, 1KA i 1KR). Doświadczenie wykonano w czterech kombinacjach, oznaczonych podobnie jak w przypadku doświadczenia pierwszego:  2HA – zaplemnione samice hybrydowe z krzyżówki 1HA  2HR – zaplemnione samice hybrydowe z krzyżówki 1HR  2KA – zaplemnione samice P. adalius z krzyżówki 1KA (kontrola)  2KR – zaplemnione samice P. resovius z krzyżówki 1KR (kontrola) Samice te przez okres 24 godzin przed nałożeniem na areny hodowlane miały kontakt z samcami pokolenia F1 i mogły pobierać spermatofory. Po upływie pięciu dni samice te usuwano z aren i preparowano w celu weryfikacji płci. Następnie liczono złożone w tym okresie jaja, a od momentu pojawienia się pierwszych osobników dorosłych pokolenia F2, wybierano je dwa razy na dobę i preparowano. Podobnie jak w pierwszym doświadczeniu określono proporcji płci pokolenia F2 oraz jego przeżywalność. W doświadczeniu trzecim, mającym na celu sprawdzenie czy niezaplemnione samice hybrydowego pokolenia F1 są w stanie wydać na świat potomstwo oraz określenie jego przeżywalności i proporcji płci, wykorzystano wyłącznie niezaplemnione samice pokolenia

F1 (uzyskanych w wyniku krzyżowania osobników w doświadczeniu pierwszym: 1HA, 1HR, 1KA i 1KR). By zagwarantować brak możliwości pobrania spermatoforu, do klateczek przekładano znieruchomiałe nimfy, tuż przed osiągnięciem stadium samicy. Doświadczenie wykonano w czterech kombinacjach, z czego dwie były kombinacjami kontrolnymi:  3HA – znieruchomiałe nimfy samcze z krzyżówki 1HA  3HR – znieruchomiałe nimfy samcze z krzyżówki 1HR  3KA – znieruchomiałe nimfy samcze P. adalius z krzyżówki 1KA (kontrola)

 3KR – znieruchomiałe nimfy samcze P. resovius z krzyżówki 1KR (kontrola)

Na areny nakładano po pięć znieruchomiałych nimf żeńskich, pochodzących z pokolenia F1. Po osiągnięciu dorosłości w 24-godzinnych odstępach czasu sprawdzano, czy samice składa jaja i czy z jaj tych rozwijają się osobniki młodociane. Po upływie pięciu dni samice preparowano w celu ostatecznej weryfikacji płci, a obserwację pokolenia F2 prowadzono aż do śmierci ostatniego osobnika w klateczce, lub osiągnięcia przez wszystkie osobniki stadium dorosłego. Podobnie jak w dwóch poprzednich doświadczeniach, określono proporcje płci oraz przeżywalność w obrębie osobników uzyskanych w doświadczeniu.

Rysunek 9. Schemat przedstawiający trzy typy krzyżowań wykonane w ramach prowadzonych doświadczeń: F0 – pokolenie rodzicielskie, F1 – pierwsze pokolenie uzyskane w wyniku krzyżowań,

F2 – drugie pokolenie uzyskane w wyniku krzyżowań; A – P. adalius, R – P. resovius; 1 – doświadczenie pierwsze, 2 – doświadczenie drugie, 3 – doświadczenie trzecie; H – pokolenie hybrydowe, K – pokolenie kontrolne; okręgi – osobniki „czyste gatunkowo”, kwadraty – osobniki hybrydowe

4.1.8.2. Metody analizy danych

Uzyskane w doświadczeniach wyniki dotyczące przeżywalności i proporcji płci, ze względu na brak spełnienia założeń wymaganych do stosowania testów parametrycznych, analizowano przy pomocy jednoczynnikowej analizy Kruskala-Wallisa. Jako testy post hoc do szczegółowej identyfikacji różniących się statystycznie grup stosowano test Dunn’a. Analizy wykonano w programie Statistica 12 na poziomie istotności p < 0,05.

4.1.9. Analizy molekularne i filogenetyczne występujących gatunków szpecieli

4.1.9.1. Metody izolacji, amplifikacji i sekwencjonowania DNA szpecieli

DNA szpecieli izolowano przy użyciu zestawu DNeasy Blood & Tissue (Qiagen GmbH, Niemcy) zgodnie ze zmodyfikowaną metodą opisaną przez Dabert i in. (2008), pozwalającą na zachowanie szkieletu zewnętrznego badanych roztoczy po izolacji. Do izolacji użyto od jednego do 10 dorosłych osobników szpecieli pochodzących z danej populacji. Przed izolacją osobniki przechowywano w buforze ATL (wchodzącym w skład zestawu) lub w 98% etanolu. Do badań wytypowano gen CO1, kodujący enzym podjednostki pierwszej oksydazy cytochromu C w mitochondrialnym DNA oraz gen D1D2, wchodzący w skład podjednostki 28S rDNA jądrowego, jako fragmenty powszechnie wykorzystywane w barkodingu zwierząt. Zestawienie 69 prób wykorzystanych w doświadczeniu, z wyszczególnieniem gatunków oraz fragmentów wybranych do sekwencjonowania przedstawiono w Tabeli 3. Szkielety zewnętrzne szpecieli odzyskane po izolacji DNA, zdeponowano jako vouchery w kolekcji Katedry Entomologii Stosowanej, SGGW w Warszawie. Przy amplifikacji fragmentu CO1 korzystano z dwóch, zdegenerowanych par starterów: bcdF01 i bcdR04 (Skoracka i Dabert 2010) oraz LCO1490 i HCO2198 (Folmer i in. 1994), natomiast w przypadku fragmentu D1D2 wykorzystano parę starterów: D1D2fw2 (Sonnenberg i in. 2007) i 28Sr0990 (Mironov i in. 2012). Geny CO1 i D1D2 o produktach odpowiednio około 670 i 620 par zasad amplifikowano w osobnych, standardowych reakcjach PCR o objętości 25 µl każda, w której skład wchodziły: 2,5 μl 10×PCR reaction buffer (GeneScript), 0,4 μM każdego ze starterów, 0,2 mM dNTPs, 0,25 U Polimerazy Taq (GeneScript) oraz 5 μl matrycy, całość dopełniono ultra-czystą wodą. Reakcję PCR dla obu genów prowadzono według następującego profilu termicznego: wstępna denaturacja w 95 °C przez 5 min, a następnie 35 cykli (denaturacja: 95 °C przez 30 s, przyłączanie starterów przez 30 s w 52 °C, elongacja w 72 °C przez 1 min) oraz elongacja końcowa w 72 °C przez 15 min. Do każdej reakcji PCR dodawano kontrole pozytywną, w której jako matrycę stosowano DNA wyizolowane z 250 osobników gatunku P. adalius, dające wyraźny i jasny prążek na przestrzeni wszystkich wykonanych reakcji oraz kontrolę negatywną (użytą mieszaninę składników danej reakcji PCR, w której matrycę zastąpiono wodą). Cześć każdego z produktów powstałego w reakcji PCR rozdzielano stosując elektroforezę w 1,5% żelu agarozowym z dodatkiem barwnika SimplySafeTM (EURx Sp. z o.o., Polska) i wizualizowano w świetle UV. Resztę specyficznych produktów, dla których wynik elektroforezy okazał się pozytywny, oczyszczano 51 przy użyciu zestawu GeneJET PCR Purification Kit (Thermo Fisher Scientific Inc., USA) i oddawano do sekwencjonowania wraz z wybranym starterem wykorzystywanym przy amplifikacji. Produkty sekwencjonowano w czterech jednostkach: DNA Resource Center, University of Arkansas, Fayetteville, USA; Instytucie Biochemii i Biofizyki PAN w Warszawie; Wydziałowej Pracowni Technik Biologii Molekularnej, Wydział Biologii, UAM w Poznaniu; Genomed S. A. w Warszawie. Analizę, edycję i przyrównanie otrzymanych sekwencji wykonano przy zastosowaniu opcji ClustalW w MEGA 6 (Tamura i in. 2013). Dalszej analizie poddano sekwencje CO1 o długości 613 pz oraz D1D2 o długości 540 pz. Każdą z otrzymanych sekwencji poddano analizie porównawczej do sekwencji dostępnych w Banku Genów (NCBI), korzystając z serwisu internetowego (http://blast.ncbi.nlm.nih.gov/Blast.cgi).

Tabela 3. Zestawienie prób wykorzystanych w analizach molekularnych pokrewieństwa gatunków szpecieli występujących na różach

Nazwa Liczba Fragment Lp. Gatunek Lokalizacja Kraj próby osobn. DNA 1. S01 P. adalius Warszawa, SGGW POL 3 CO1 2. S06 P. fructiphilus Fayetteville_2a USA 1 CO1 3. S17 P. fructiphilus Fayetteville_8 USA 10 CO1 4. S23 P. adalius Jabłonna POL 5 CO1 5. S24 P. adalius Ogród Saski_1 POL 3 CO1 6. S25 P. adalius Ogród Saski_2 POL 5 CO1 7. S26 P. adalius Wólka Kossowska_1 POL 3 CO1 8. S27 P. adalius Wólka Kossowska_2 POL 5 CO1 9. S29 P. resovius Rzeszów POL 5 CO1 10. S31 P. fructiphilus Fayetteville_3 USA 3 CO1 11. S33 P. fructiphilus Fayetteville_5b USA 5 CO1 12. S34 P. fructiphilus Fayetteville_5d USA 5 CO1 13. S35 P. fructiphilus Fayetteville_5e USA 5 CO1 14. S42 P. resovius Rzeszów_1 POL 3 D1D2 15. S43 P. adalius Turku_2 FIN 2 D1D2 16. S44 P. fructiphilus Fayetteville_3 USA 3 D1D2 17. S45 P. fructiphilus Fayetteville_3 USA 3 D1D2 18. S47 P. fructiphilus Fayetteville_5a USA 5 D1D2 19. S48 P. fructiphilus Fayetteville_5b USA 5 D1D2 20. S49 P. fructiphilus Fayetteville_5c USA 5 D1D2 21. S50 P. fructiphilus Fayetteville_5d USA 5 D1D2 22. S51 P. fructiphilus Fayetteville_9a USA 5 D1D2 52

Nazwa Liczba Fragment Lp. Gatunek Lokalizacja Kraj próby osobn. DNA 23. S55 P. adalius Kalisz POL 3 D1D2 24. S56 P. adalius Powsin POL 3 D1D2 25. S57 P. adalius Wólka Kossowska_1 POL 3 D1D2 26. S60 P. resovius Rzeszów_2 POL 3 D1D2 27. S61 P. adalius Jabłonna_1 POL 3 D1D2 28. S62 P. adalius Jabłonna_2 POL 3 D1D2 29. S63 P. adalius Ogród Saski_1 POL 3 D1D2 30. S64 P. adalius Wólka Kossowska_2 POL 3 D1D2 31. S65 C. schlechtendali Nowy Dw. Gdański POL 3 D1D2 32. S66 C. schlechtendali Turku_17 FIN 3 D1D2 33. S69 P. adalius Turku_5 FIN 3 D1D2 34. S70 P. adalius Turku_17 FIN 3 D1D2 35. S71 P. adalius Ogród Saski_2 POL 3 D1D2 36. S72 P. adalius Turku_6 FIN 3 D1D2 37. S73 P. resovius Rzeszów_3 POL 3 D1D2 38. S76 P. adalius Powsin POL 1 CO1 39. S77 P. adalius Kalisz POL 3 CO1 40. S78 P. adalius Bażantarnia POL 3 CO1 41. S79 P. adalius Uniejów POL 3 CO1 42. S80 P. resovius Rzeszów POL 2 CO1 43. S81 C. schlechtendali Rabka POL 3 CO1 44. S82 C. schlechtendali Bażantarnia POL 3 CO1 45. S83 P. fructiphilus Fayetteville_8 USA 5 CO1 46. S84 P. fructiphilus Fayetteville_5c USA 5 CO1 47. S85 P. fructiphilus Fayetteville_5f USA 5 CO1 48. S86 P. fructiphilus Fayetteville_5g USA 5 CO1 49. S88 E. eremus Hajfa IZR 10 CO1 50. S91 C. schlechtendali Turku_17 FIN 5 CO1 51. S92 P. adalius Turku_2 FIN 10 CO1 52. S93 P. adalius Powsin POL 5 CO1 53. S94 P. adalius Turku_7 FIN 3 CO1 54. S95 P. adalius Turku_17 FIN 3 CO1 55. S96 P. adalius Bolesławiec POL 1 CO1 56. S97 P. adalius Tarnowskie Góry POL 3 CO1 57. S98 P. fructiphilus Fayetteville_9a USA 5 CO1 58. S99 P. fructiphilus Fayetteville_10 USA 5 CO1 59. S100 P. fructiphilus Fayetteville_11 USA 5 CO1 60. S102 P. adalius Bażantarnia POL 3 D1D2 61. S103 P. adalius Uniejów POL 3 D1D2 62. S104 C. schlechtendali Rabka POL 3 D1D2

Nazwa Liczba Fragment Lp. Gatunek Lokalizacja Kraj próby osobn. DNA 63. S105 C. schlechtendali Bażantarnia POL 1 D1D2 64. S106 P. fructiphilus Fayetteville_5g USA 5 D1D2 65. S107 P. resovius Rzeszów POL 3 D1D2 66. S108 P. adalius Turku_2 FIN 10 D1D2 67. S109 P. adalius Tarnowskie Góry POL 3 D1D2 68. S111 P. fructiphilus Fayetteville_10 USA 10 D1D2 69. S112 P. fructiphilus Fayetteville_11 USA 5 D1D2

4.1.9.2. Metody analiz filogenetycznych

W przypadku fragmentu CO1 (mtDNA) wszystkie sekwencje sprawdzono po przepisaniu na sekwencje aminokwasów w celu wykluczenia występowania kodonów stop. Jako sekwencje ukorzeniające (ang. outgroup) dla fragmentu CO1 wybrano odpowiadający fragment gatunku E. eremus (sekwencja własna) również zasiedlającego róże, natomiast dla D1D2 (28S rDNA) pozyskany z Banku Genów fragment gatunku Calepitrimerus painus Song, Xue & Hong (nr akcesyjny: KF782497). Średni dystans genetyczny oszacowano w programie MEGA6, dla populacji zgrupowanych w obrębie tego samego gatunku (ang. within group mean distance), jak i pomiędzy gatunkami (ang. between group mean distance). Odpowiednie modele substytucji nukleotydowej wybrano na podstawie najniższych wygenerowanych wartości kryterium informacyjnego Bayesa (BIC) i kryterium informacyjnego Akaike (AICc) w programie MEGA6. Analizę sekwencji nukleotydowych CO1 przeprowadzono w oparciu o model HKY (Hasegawa i in. 1985), natomiast sekwencji D1D2 w oparciu o model K2+G (Kimura 1980). Drzewo pokrewieństwa filogenetycznego pomiędzy badanymi populacjami dla fragmentu CO1 skonstruowano wykorzystując metodę maksymalnego prawdopodobieństwa (ML) w programie PhyML 3.0 (Guindon i in. 2010), a następnie ukorzeniono je w programie MEGA6. Drzewo dla fragmentu D1D2 zbudowano z wykorzystaniem metody łączenia sąsiadów (NJ) w programie MEGA6. Wiarygodność obu wygenerowanych drzew szacowano metodą samopróbkowania (ang. bootstrap) z liczbą 1000 powtórzeń (Felsenstein 1985).

4.1.10. Pokrewieństwo Phyllocoptes adalius i Phyllocoptes fructiphilus a występowanie RRV

4.1.10.1. Detekcja RRV w zebranym symptomatycznym materiale roślinnym

Materiał badawczy stanowiły symptomatyczne pędy oraz liście pobrane z krzewów róż uprawianych w szklarniach, parkach i ogrodach, zebrane w czasie prowadzonych badań faunistycznych w Polsce. Fragmenty pędów mogące wskazywać na obecność RRV przechowywano w temperaturze minus 70 ºC, aż do momentu dalszych analiz. W analizach wykorzystywano również próby pobrane w czasie wizyt w USA w 2013 i 2014 roku. Zestawienie wszystkich roślin róż, z których pobrano próby do testowania na obecność RRV przedstawiono w Tabeli 4.

Tabela 4. Rośliny z których pobrano próby do badań na obecność RRV

Oznaczenie Lp. Gatunek, odmiana Typ uprawy Lokalizacja Kraj rośliny 1. 0 R. hybrida ‘Zanzibar’ Szklarniowa Wólka Kossowska POL 2. 1 R. hybrida ‘Zanzibar’ Szklarniowa Wólka Kossowska POL 3. 1A R. hybrida ‘N-Joy’ Szklarniowa Wólka Kossowska POL 4. 1B R. hybrida ‘N-Joy’ Szklarniowa Wólka Kossowska POL 5. 1C R. hybrida ‘El-Toro’ Szklarniowa Wólka Kossowska POL 6. 2 R. hybrida ‘El-Toro’ Szklarniowa Wólka Kossowska POL 7. 3 R. hybrida ‘Zanzibar’ Szklarniowa Wólka Kossowska POL 8. 5 R. hybrida ‘El-Toro’ Szklarniowa Wólka Kossowska POL 9. 6 R. hybrida ‘Zanzibar’ Szklarniowa Wólka Kossowska POL 10. 7 R. hybrida ‘El-Toro’ Szklarniowa Wólka Kossowska POL 11. 10 R. hybrida ‘Tenga Venga’ Szklarniowa Stężyca POL 12. 13 R. hybrida ‘El-Toro’ Szklarniowa Wólka Kossowska POL 13. 14 R. hybrida ‘Zanzibar’ Szklarniowa Wólka Kossowska POL 14. 15 R. hybrida ‘El-Toro’ Szklarniowa Wólka Kossowska POL 15. 20 R. hybrida ‘El-Toro’ Szklarniowa Wólka Kossowska POL 16. 35 R. hybrida ‘Zanzibar’ Szklarniowa Wólka Kossowska POL 17. 50 R. hybrida Ogrodowa Baboszewo POL 18. 50A R. hybrida ‘N-Joy’ Szklarniowa Wólka Kossowska POL 19. 50B R. multiflora Szklarniowa Wólka Kossowska POL 20. 51 R. hybrida Ogrodowa Baboszewo POL 21. 51A R. hybrida ‘N-Joy’ Szklarniowa Wólka Kossowska POL 22 52 R. hybrida ‘N-Joy’ Szklarniowa Wólka Kossowska POL 23. A R. hybrida ‘El-Toro’ Szklarniowa Wólka Kossowska POL 24. A1 R. hybrida ‘El-Toro’ Szklarniowa Wólka Kossowska POL 25. B1 R. hybrida Ogrodowa Warszawa POL 26. B2 R. hybrida Ogrodowa Warszawa POL 27. BAŻ R. hybrida Parkowa Warszawa POL 55

Oznaczenie Lp. Gatunek, odmiana Typ uprawy Lokalizacja Kraj rośliny 28. C R. hybrida ‘Zanzibar’ Szklarniowa Wólka Kossowska POL 29. D R. hybrida ‘Zanzibar’ Szklarniowa Wólka Kossowska POL 30. E R. hybrida ‘El-Toro’ Szklarniowa Wólka Kossowska POL 31. G R. hybrida ‘El-Toro’ Szklarniowa Wólka Kossowska POL 32. H R. hybrida ‘El-Toro’ Szklarniowa Wólka Kossowska POL 33. I1 R. hybrida ‘El-Toro’ Szklarniowa Wólka Kossowska POL 34. I2 R. hybrida ‘El-Toro’ Szklarniowa Wólka Kossowska POL 35. J1 R. hybrida ‘Tenga Venga’ Szklarniowa Stężyca POL 36. JMP1 R. hybrida ‘Duet’ Szklarniowa Stężyca POL 37. JMP2 R. hybrida ‘Duet’ Szklarniowa Stężyca POL 38. JMP3 R. hybrida ‘Red Berlin’ Szklarniowa Stężyca POL 39. JMP4 R. hybrida ‘Merci Cheri’ Szklarniowa Stężyca POL 40 JMP5 R. hybrida ‘Endless Love’ Szklarniowa Stężyca POL 41. K R. hybrida ‘El-Toro’ Szklarniowa Wólka Kossowska POL 42. LUT1 R. canina Stan. naturalne Lutocin POL 43. LUT2 R. canina Stan. naturalne Lutocin POL 44. Ł R. hybrida ‘N-Joy’ Szklarniowa Warszawa POL 45. M3 R. hybrida ‘N-Joy’ Szklarniowa Warszawa POL 46. M4 R. hybrida ‘N-Joy’ Szklarniowa Warszawa POL 47. M5 R. hybrida ‘N-Joy’ Szklarniowa Warszawa POL 48. N R. hybrida ‘N-Joy’ Szklarniowa Warszawa POL 49. N1 R. hybrida ‘N-Joy’ Szklarniowa Warszawa POL 50. N2 R. hybrida ‘N-Joy’ Szklarniowa Warszawa POL 51. N3 R. hybrida ‘N-Joy’ Szklarniowa Warszawa POL 52. N4 R. hybrida ‘N-Joy’ Szklarniowa Warszawa POL 53. N5 R. hybrida ‘N-Joy’ Szklarniowa Warszawa POL 54. N6 R. hybrida ‘N-Joy’ Szklarniowa Warszawa POL 55. P2 R. multiflora Szklarniowa Warszawa POL 56. R1 R. hybrida ‘Red Ribbon’ Szklarniowa Warszawa POL 57. R2 R. hybrida ‘Red Ribbon’ Szklarniowa Warszawa POL 58. S R. hybrida Parkowa Warszawa POL 59. T R. hybrida ‘El-Toro’ Szklarniowa Warszawa POL 60. T1 R. hybrida ‘El-Toro’ Szklarniowa Warszawa POL 61. T2 R. hybrida ‘El-Toro’ Szklarniowa Warszawa POL 62. T3 R. hybrida ‘El-Toro’ Szklarniowa Warszawa POL 63. T4 R. hybrida ‘El-Toro’ Szklarniowa Warszawa POL 64. T5 R. hybrida ‘El-Toro’ Szklarniowa Warszawa POL 65. T6 R. hybrida ‘El-Toro’ Szklarniowa Warszawa POL 66. T7 R. hybrida ‘El-Toro’ Szklarniowa Warszawa POL 67. WAW R. hybrida Szklarniowa Warszawa POL 69. WAW2 R. hybrida Szklarniowa Warszawa POL 70. USA 1 R. hybrida ‘Knock Out’ Ogrodowa Fayetteville USA 71. USA 2.1 R. hybrida ‘Knock Out’ Parkowa Fayetteville USA 72. USA 2.2 R. hybrida ‘Knock Out’ Parkowa Fayetteville USA 73. USA 3 R. hybrida Ogrodowa Fayetteville USA 74. USA 4 R. hybrida ‘Knock Out’ Ogrodowa Fayetteville USA 75. USA 5.1 R. hybrida ‘Knock Out’ Ogrodowa Fayetteville USA 76. USA 5.2 R. hybrida ‘Knock Out’ Ogrodowa Fayetteville USA 77. USA 5.3 R. hybrida ‘Knock Out’ Ogrodowa Fayetteville USA

Oznaczenie Lp. Gatunek, odmiana Typ uprawy Lokalizacja Kraj rośliny 78. USA 5.4 R. hybrida ‘Knock Out’ Ogrodowa Fayetteville USA 79. USA 5.5 R. hybrida ‘Knock Out’ Ogrodowa Fayetteville USA 80. USA 5.6 R. hybrida ‘Knock Out’ Ogrodowa Fayetteville USA 81. USA 5.7 R. hybrida ‘Knock Out’ Ogrodowa Fayetteville USA 82. USA 5.8 R. hybrida ‘Knock Out’ Ogrodowa Fayetteville USA 83. USA 6 R. multiflora Stan. naturalne Fayetteville USA 84. USA 7 R. multiflora Stan. naturalne Fayetteville USA 85. USA 8 R. hybrida ‘Knock Out’ Ogrodowa Fayetteville USA 86. USA 9.1 R. hybrida ‘Knock Out’ Ogrodowa Fayetteville USA 87. USA 9.2 R. hybrida ‘Knock Out’ Ogrodowa Fayetteville USA 88. USA 10.1 R. hybrida Ogrodowa Fayetteville USA 89. USA 10.2 R. hybrida Ogrodowa Fayetteville USA 90. USA 11 R. hybrida Ogrodowa Fayetteville USA

4.1.10.2. Metoda izolacji kwasów nukleinowych z roślin

Do izolacji całkowitego RNA z roślin wykorzystano metodę opisaną przez Poudel i in. (2013), w której: 1. Wyjściowy materiał roślinny w ilości odpowiadającej ok. 50 mg roztarto w 1 ml buforu ekstrakcyjnego (skład buforu na podstawie Poudel i in. (2013)). Powstałą zawiesinę zebrano w probówce typu Eppendorf o pojemności 2 ml. 2. Do probówki dodano 600 µl 5,8 M octanu potasu i całość zwirowano (10 min przy 16 000 × g). 3. Powstały supernatant (750 µl) przeniesiono do probówki typu Eppendorf o pojemności 1,5 ml zawierającej 750 µl 100% alkoholu izopropylowego, a następnie całość chłodzono w temperaturze minus 20 °C przez co najmniej 30 min. 4. Następnie mieszaninę zwirowano w 4 °C (20 min przy 16,000 × g). 5. Z probówki usunięto supernatant, a powstały w wyniku wirowania osad rozpuszczono i przemyto w 500 µl buforu czyszczącego (skład buforu na podstawie Poudel i in. (2013)). 6. Następnie do mieszaniny dodano 20 µl Silica Glass milk (Sigma-Aldrich Chemie GmbH., Niemcy) i krótko wytrząsano. 7. Mieszaninę następnie zwirowano (10 s przy 9,400 × g), usunięto supernatant, a osad ponownie przemyto w 500 µl buforu czyszczącego. 8. Ponownie usunięto supernatant, pozostawiając osad do wyschnięcia (10-15 min) w otwartych probówkach pod wyciągiem.

9. Wysuszony osad rozpuszczono ponownie w 150 µl Tris-EDTA (10 mM Tris-HCl i 1 mM EDTA, pH 8.0), a następnie całość zwirowano (2 min przy 13,500 × g). 10. Do nowych probówek typu Eppendorf o pojemności 1,5 ml przeniesiono po 100 µl uzyskanego supernatantu zawierającego wyizolowane kwasy nukleinowe.

4.1.10.3. Odwrotna transkrypcja, PCR i rozdział elektroforetyczny produktów reakcji

Ponieważ genom RRV (podobnie jak innych emarawirusów) zbudowany jest z jednoniciowego RNA o ujemnej polarności [ssRNA(-)], przed wykonaniem reakcji PCR konieczne było przepisanie RNA wirusowego na komplementarne DNA (cDNA), w reakcji z odwrotną transkryptazą (RT). W skład reakcji o objętości 25 μl wchodziło: 5 μl 5×RT buffer (Thermo Fisher Scientific, USA), 60 U Superscript™ III Reverse Transcriptase (Invitrogen, USA), 1 mM dNTPs (Invitrogen, USA), 150 ng Random primers (Invitrogen, USA), 16 U RNAse Inh. (Invitrogen, USA) oraz 2,5 μl matrycy (uzyskanej w procesie izolacji opisanym w poprzednim podrozdziale), całość dopełniono ultra-czystą wodą. Mieszaninę reakcyjną inkubowano w 50 °C przez jedną godzinę, a następnie w 75 °C przez 10 min. Do wykrywania i identyfikacji RRV w badanym materiale roślinnym wykorzystano łańcuchową reakcje polimerazy (PCR), z parami starterów specyficznych dla RRV (Laney i in. 2011), lub zdegenerowanymi parami starterów, zaprojektowanymi do detekcji większości znanych emarawirusów (Elbeaino i in. 2013). Szczegóły dotyczące zastosowanych par starterów podano w Tabeli 5.

Tabela 5. Zestawy starterów użyte w reakcjach PCR na obecność RRV

Nazwy Fragment Sekwencja (5’→ 3’) Źródło starterów genomu RRVF CAGAATGAACCATAGATGTC RNA4 (RRV) Laney i in.(2011) RRVR AATGGTCTGCTCGAGATT Pre-motif A-sense ATmTTywAyAAAGAyCAAAG RNA1 Elbeaino i in. (2013) Motif A-antisense GCwGACCATTThGATGCATC emarawirusów Motif A-sense GATGCATCdAAATGGTCwGC RNA1 Elbeaino i in. (2013) Motif C-antisense ATCATCwGArTGhACCAT emarawirusów

Produkty PCR amplifikowano w osobnych, standardowych reakcjach PCR o objętości 25 µl każda, w której skład wchodziło: 2,5 μl 10×PCR reaction buffer (GeneScript, USA), 0,4 μM każdego z pary starterów, 0,2 mM dNTPs (Invitrogen, USA), 0,25 U Polimerazy Taq (GeneScript, USA) oraz 2 μl matrycy (cDNA), całość dopełniono ultra-czystą wodą. Reakcję 58

PCR prowadzono według następujących profili termicznych: dla starterów RRVF i RRVR, wstępna denaturacja w 94 °C przez 2 min, a następnie 35 cykli (denaturacja: 94 °C przez 30 s, przyłączanie starterów przez 10 s w 53 °C, elongacja w 72 °C przez 30 s) oraz elongacja końcowa w 72 °C przez 10 min; dla starterów Pre-motif A-sense i Motif A-antisense oraz Motif A-sense i Motif C-antisense wstępna denaturacja w 94 °C przez 5 min, a następnie 35 cykli (denaturacja: 94 °C przez 30 s, przyłączanie starterów przez 50 s w 48 °C, elongacja w 72 °C przez 40 s) oraz elongacja końcowa w 72 °C przez 7 min. Do każdej serii reakcji PCR dołączono kontrole pozytywną, w której jako matrycę (cDNA) stosowano próbę o wcześniej potwierdzonej obecności RRV, dającą wyraźny i jasny prążek na przestrzeni wszystkich wykonanych reakcji oraz kontrolę negatywną – użytą mieszaninę składników danej reakcji PCR bez matrycy. Cześć każdego z produktów powstałych w reakcji PCR rozdzielano stosując elektroforezę w 1,5% żelu agarozowym z dodatkiem barwnika SimplySafeTM (EURx Sp. z o.o., Polska) i wizualizowano w świetle UV. Reszty specyficznych produktów, dla których wynik elektroforezy okazał się pozytywny, oczyszczano przy użyciu zestawu GeneJET PCR Purification Kit (Thermo Fisher Scientific Inc., USA) i oddawano do sekwencjonowania wraz z wybranym starterem wykorzystywanym przy amplifikacji.

4.1.10.4. Ocena jakościowa procesu odwrotnej transkrypcji (kontrola wewnętrzna)

Jakość całkowitego RNA izolowanego z roślin oraz efektywność procesu odwrotnej transkrypcji, oceniano dzięki przeprowadzeniu wewnętrznej kontroli. Polegała ona na wykonaniu osobnych reakcji PCR ze starterami specyficznymi dla innego fragmentu cDNA, powszechnie występującego we wszystkich próbach po reakcji z odwrotną traskryptazą. W reakcji PCR dla kontroli wewnętrznej użyto specyficznej pary starterów: NADHFor: 5’ GGACTCCTGACGTA TACGAAGGATC 3’ oraz NADHRev: 5’ AGTAGATGCTATCA CACATACAAT 3’ (Tzanetakis i in. 2007). Powstały w wyniku reakcji produkt o długości 721 par zasad amplifikowano w osobnych, standardowych reakcjach PCR o objętości 25 µl każda, w której skład wchodziło: 2,5 μl 10×PCR reaction buffer (GeneScript), 0,4 μM każdego z pary starterów, 0,2 mM dNTPs, 0,25 U Polimerazy Taq (GeneScript) oraz 2 μl matrycy (cDNA), całość dopełniono ultra-czystą wodą. Reakcję PCR prowadzono według następującego profilu termicznego: wstępna denaturacja w 94 °C przez 2 min, a następnie 35 cykli (denaturacja: 94 °C przez 15 s, przyłączanie starterów przez 15 s w 55 °C, elongacja w 72 °C przez 1 min) oraz elongacja końcowa w 72 °C przez 10 min. Powstałe w wyniku reakcji produkty rozdzielano 59 stosując elektroforezę w 1,5% żelu agarozowym z dodatkiem barwnika SimplySafeTM (EURx Sp. z o.o., Polska) i wizualizowano w świetle UV.

4.1.10.5. Sekwencjonowanie produktów reakcji PCR i analiza otrzymanych wyników

Produkty powstałe w wyniku reakcji PCR na obecność RRV sekwencjonowano w jednej z trzech jednostek: DNA Resource Center, University of Arkansas, Fayetteville, USA; Genomed S. A. w Warszawie; Instytucie Biochemii i Biofizyki PAN w Warszawie. Analizę, edycję i przyrównanie otrzymanych sekwencji wykonano przy zastosowaniu programu MEGA 6 (Tamura i in. 2013), natomiast porównanie sekwencji do danych zawartych w Banku Genów wykonano za pomocą programu BlastN (http://www.ncbi.nlm.nih.gov/).

4.2. BIOLOGIA GATUNKÓW WYSTĘPUJĄCYCH NA RÓŻACH W POLSCE

4.2.1. Hodowla zachowawcza szpecieli

Hodowle zachowawcze poszczególnych gatunków szpecieli wykorzystywanych do badaniach dotyczących ich biologii założono z osobników zebranych w trakcie badań faunistycznych. Dla gatunku P. adalius były to osobniki zebrane z Ogrodu Botanicznego PAN w Powsinie, Ogrodu Saskiego oraz dwóch upraw szklarniowych z okolic Warszawy. Dla gatunku P. resovius osobniki zebrane z uprawy szklarniowej (okolice Rzeszowa), w której stwierdzono ten nowy gatunek, natomiast dla C. schlechtendali osobniki zebrane z rozarium „Przy Bażantarni” w Warszawie oraz z okolic Dworu Gdańskiego. Do założenia hodowli wybrano rośliny, na których występował tylko jeden gatunek szpecieli. W tym celu, przed założeniem hodowli, kilkadziesiąt osobników preparowano, a następnie sprawdzano przynależność gatunkową. Hodowle zachowawcze prowadzono na wolnych od innych stawonogów krzewach R. hybrida ‘N-Joy’ (Hybrid Tea), rosnących w doniczce wypełnionej substratem ogrodniczym. Rośliny te nie były poddawane żadnym zabiegom środkami ochrony roślin. Hodowla każdego z gatunków prowadzona była w osobnej komorze hodowlanej Sanyo MLR-350 w stałych warunkach (temperatura 20 °C; 16:8 L:D; 70-80% RH). W celu zapewnienia szpecielom optymalnych warunków rozwojowych, do komory dostawiano nowe rośliny oraz usuwano róże wyeksploatowane przez szpeciele. W przypadku gatunku C. schlechtendali, ze względu na słaby rozwój populacji tych szpecieli na odmianach 60 uprawnych róż, do hodowli masowej wykorzystywano krzewy róży wielokwiatowej. W celu szybkiego namnożenia dużej liczby szpecieli konkretnego stadium rozwojowego, osobniki poszczególnych gatunków pochodzących z hodowli masowej przenoszone były do klateczek hodowlanych Munger’a z dużą areną (zobacz opis w rozdziale 4.1.7) na okres 24 godzi w celu złożenia jaj. Pozwalało to na uzyskanie osobników w tym sam wieku.

4.2.2. Materiał roślinny

W celu zapewnienia odpowiedniej ilości materiału roślinnego potrzebnego do hodowli zachowawczej szpecieli oraz do prowadzonych doświadczeń, krzewy róż uprawiano w Szklarniowym Ośrodku Doświadczalnym SGGW. W warunkach szklarniowych uprawiano również roże przywożone z komercyjnych szklarni, na których obserwowano symptomy przypominające infekcje RRV. W celu ochrony przed chorobami i szkodnikami w szklarni stosowano zabiegi chemiczne. Wyjątek stanowiły krzewy, wykorzystywane do prowadzania hodowli zachowawczej szpecieli oraz doświadczeń. Róże te przetrzymywano w izolowanym fitotronie znajdującym się na terenie ośrodka, do którego trafiały wyłącznie rośliny wolne od szkodników.

4.2.3. Wpływ temperatury na rozwój Phyllocoptes adalius

4.2.3.1. Warunki prowadzenia doświadczeń

Doświadczenia przeprowadzono w klateczkach Munger’a przetrzymywanych w komorach hodowlanych Sanyo MLR-350 w temperaturach: 15, 20, 25, 30 i 35 °C. W komorze utrzymywano stała temperaturę przez cały okres trwania doświadczenia, a jej wahania nie przekraczały 0,5 °C. We wszystkich przypadkach doświadczenia prowadzono przy fotoperiodzie 16:8 (dzień:noc) i wilgotności względnej na poziomie 70-80%. W komorze klateczki układano na plastikowych tacach i przykryto arkuszami białego papieru, zapobiegając w ten sposób bezpośredniemu padaniu promieni świetlnych na roztocze, natomiast papierowe chusteczki, na których ułożono liście, codziennie zwilżano wodą destylowaną.

4.2.3.2. Rozwój i przeżywalność stadiów młodocianych

W doświadczeniach dotyczących rozwoju i przeżywalności stadiów młodocianych, wyjściowo zakładano od 35 do 40 klateczek danej kombinacji, tak by w przypadku zaginięcia lub śmierci osobnika uzyskać około 30 osobników kończących rozwój. W wynikach uwzględnione zostały tylko te klateczki, w których badane osobniki kończyły rozwój lub umierały naturalnie. W pojedynczej klateczce, na okres 24 godzin, umieszczano po jednej samicy pochodzącej z hodowli zachowawczej, po czym samicę usuwano. Z jaj złożonych w tym czasie na arenie pozostawiano tylko jedno, oznaczając jego pozycję w karcie wyników, co ułatwiało dalsze obserwacje w kolejnych dniach rozwoju. Podobnie postępowano ze znieruchomiałymi stadiami. Okres inkubacji jaj, czas rozwoju kolejnych etapów młodocianych oraz ich przeżywalność obserwowano w 24 godzinnych odstępach. Po osiągnięciu dorosłości osobniki utrwalano na preparatach, które następnie przeglądano pod mikroskopem w celu potwierdzenia płci.

4.2.3.3. Parametry reprodukcyjne

W doświadczeniach dotyczących parametrów reprodukcyjnych użyto znieruchomiałe nimfy pochodzące z hodowli zachowawczej, które umieszczono w klateczkach hodowlanych z małymi arenami. Po osiągnięciu stadium dorosłego do klateczki dokładano samca, uzyskanego poprzez hodowlę w klateczkach osobników rozwijających się z niezapłodnionych jaj. W kolejnych dniach prowadzonego doświadczenia klateczki przeglądane były w 24 godzinnych odstępach czasu, aż do dnia śmierci ostatniego z osobników. Jaj złożone przez samice w danym dniu były usuwane, a ich liczba notowana w karcie wyników. Notowano również moment śmierci osobników dorosłych. W przypadku śmierci samca, do klateczki dokładano nowego. Martwe osobniki preparowano w celu ostatecznej weryfikacji płci. Dla każdego z gatunków przeanalizowano około 30 par szpecieli hodowanych w danej temperaturze. Liście użyte w klateczkach zmieniano co dwa tygodnie. Proporcje płci dla populacji hodowlanej w danej temperaturze ustalono na podstawie doświadczeń dotyczących rozwoju i przeżywalności osobników młodocianych (rozdz. 4.2.3.2.). Ponadto w temperaturze 25 °C wykonano dodatkowe doświadczenie pozwalające na określenie średniej wartości tego parametru. W tym celu wykorzystano klateczeki z dużymi arenami, a doświadczenie wykonano w dziewięciu powtórzeniach. Do każdej z klateczek przeniesiono po 15 dorosłych osobników z hodowli wyjściowej. Po dziewięciu dniach osobniki te usunięto, pozostawiając na arenie

62 złożone w tym okresie jaja i rozwijające się z nich osobniki młodociane, obserwując w kolejnych dniach ich rozwój. Po osiągnieciu dorosłości wszystkie osobniki preparowano w celu określenia ich płci. Proporcje płci wyrażono, jako stosunek ilości samic do wszystkich dorosłych osobników w danym doświadczeniu (♀/♀♂).

4.2.3.4. Parametry demograficzne

Wyniki długości rozwoju i przeżywalności osobników młodocianych, płodności i długości życia samic, a także proporcje płci pozwoliły na obliczenie parametrów demograficznych badanych gatunków, zgodnie z metodyka zaproponowana przez Birch (1948) oraz Andrewartha i Birch (1954). Obliczono:

1. Współczynnik reprodukcji netto (R0), wskazujący ile razy badana populacja powiększyła swoją liczebność w czasie trwania jednego pokolenia  R0  lx bx 0 2. Średni czas rozwoju pokolenia (T), wskazujący czas jaki upływa od urodzenia się samicy do wydania przez nią potomstwa

l x  bx  x T  R0

3. Wrodzone tempo wzrostu populacji (rm), jest to wzrost populacji na jednego osobnika w określonych fizycznych warunkach, przy braku zależności wzrostu populacji od jej zagęszczenia log R  r  e 0 m T 4. Skończone tempo wzrostu (tempo zwielokrotnienia liczebności populacji) (λ), określający o ile osobników zwiększy się populacja w przeliczeniu na jednego osobnika w danej jednostce czasu

rm   e

Gdzie: x – wiek osobników w określonych jednostkach czasu.

lx – przeżywalność, liczba osobników żywych w danym momencie czasu x. Wyrażone jako część jedności.

bx – liczba samic w potomstwie, które zostało wyprodukowane przez jedną samicę w danym czasie. Charakteryzuje ona średnią płodność samicy w danym czasie x, a także procentowy udział samic w populacji.

4.2.3.5. Metody analizy danych

Długość rozwoju osobników młodocianych oraz parametry reprodukcyjne dla czterech temperatur porównywano przy pomocy modelu liniowego (Quinn i Keough 2002). W przypadku problemów z modelowaniem, wykrytych podczas graficznej analizy reszt (Quinn i Keough 2002), model liniowy estymowano przy pomocy metody uogólnionych najmniejszych kwadratów, z zastosowaniem odpowiedniego modelowania reszt z modelu (Pinheiro i Bates 2000). Porównania wielokrotne robiono przy pomocy odpowiednio zdefiniowanych kontrastów liniowych, bez poprawki na testowanie wielokrotne (Webster 2007, Kozak 2009). Parametry demograficzne obliczono bazując na metodach obliczania parametrów proponowanych przez Birch (1948) oraz Andrewartha i Birch (1954). Błędy standardowe parametrów demograficznych i porównania parami tych parametrów uzyskanych dla badanych gatunków szpecieli i różnych temperatur, wykonano stosując metodę jackknife (Maia i in. 2000), bez poprawki na testowanie wielokrotne (Webster 2007; Kozak 2009). Do analiz wykorzystano środowisko R (R Core Team 2015). Testowanie hipotez prowadzono przy poziomie istotności 0,05.

4.2.4. Porównanie parametrów reprodukcyjnych protogynnych i deutogynnych samic Phyllocoptes adalius

Doświadczenia przeprowadzono w klateczkach Mungera przetrzymywanych w komorze hodowlanej Sanyo MLR-350 w temperaturze 20 (±0,5) °C przy fotoperiodzie 16:8 (dzień:noc) i wilgotności względnej na poziomie 70-80%. Podobnie jak w przypadku opisanego wcześniej doświadczenia, klateczki układano na plastikowych tacach i przykryto arkuszami białego papieru, zapobiegając w ten sposób bezpośredniemu padaniu promieni

świetlnych na roztocze, natomiast papierowe chusteczki, na których ułożono liście, codziennie zwilżano wodą destylowaną. W doświadczeniach tym wykorzystano samice deutogynne, zebrane wczesną wiosną z pędów róż pochodzących z Ogrodu Botanicznego PAN w Powsinie. Samice te umieszczane były pojedynczo w klateczkach z małymi arenami, zgodnie z metodyka opisana w rozdziale 4.2.3.3. Uzyskane wyniki porównywano z danymi uzyskanymi w doświadczeniu dotyczącym wpływu temperatury na parametry reprodukcyjne samic P. adalius, hodowanych w temperaturze 20 °C. Analizę statystyczną wyników dotyczących płodności, długości życia samic oraz długości okresu owipozycyjnego wykonano przy użyciu testu t-studenta, natomiast długość okresu postowipozycyjnego testu Mann-Whitney’a. Parametry reprodukcyjne protogynnych i deutogynnych samic porównywano testem t-studenta. Analiza reszt z modelu liniowego wykazała, że test ten był odpowiedni. Testowanie hipotez prowadzono przy poziomie istotności 0,05.

4.2.5. Wpływ zaplemnienia na płodność samic Phyllocoptes adalius

Doświadczenia przeprowadzono w klateczkach Mungera przetrzymywanych w komorze hodowlanej Sanyo MLR-350 w temperaturze 25 (±0,5) °C, przy fotoperiodzie 16:8 (dzień:noc) i wilgotności względnej na poziomie 70-80%. Podobnie jak w przypadku opisanego wcześniej doświadczenia, klateczki układano na plastikowych tacach i przykryto arkuszami białego papieru, zapobiegając w ten sposób bezpośredniemu padaniu promieni świetlnych na roztocze, natomiast papierowe chusteczki, na których ułożono liście, codziennie zwilżano wodą destylowaną. W doświadczeniach użyto znieruchomiałe nimfy pochodzące z hodowli zachowawczej, które umieszczono w klateczkach hodowlanych z małymi arenami. Wykorzystanie znieruchomiałych nimf pozwalało na uzyskanie niezaplemnionych samic, które hodowane były bez możliwości pobierania spermatoforów. Dalszy przebieg doświadczenia zgodny był z metodyką opisana w rozdziale 4.2.3.3. Wyniki tego doświadczenia porównywano z danymi uzyskanymi w doświadczeniu dotyczącym wpływu temperatury na parametry reprodukcyjne samic P. adalius, hodowanych w temperaturze 25 °C. Analizę statystyczna wyników dotyczących płodności, długości życia samic oraz długości okresu pre-, post- i owipozycyjnego wykonano przy użyciu testu t-studenta. W przypadku długość okresu postowipozycyjnego, ze względu na brak spełnienia założeń dotyczących testów parametrycznych, konieczne było

65 wykonanie logarytmicznej transformacji danych. Testowanie hipotez prowadzono przy poziomie istotności 0,05.

4.2.6. Porównanie biologii trzech gatunków występujących na różach w Polsce

Doświadczenia przeprowadzono w klateczkach Mungera przetrzymywanych w komorze hodowlanej Sanyo MLR-350 w temperaturze 25 (±0,5) °C przy fotoperiodzie 16:8 (dzień:noc) i wilgotności względnej na poziomie 70-80%, zgodnie z metodyką opisaną w rozdziale 4.2.3, dotyczącą wpływu temperatury na rozwój gatunku P. adalius. Doświadczenie wykonano dla dwóch gatunków, P. resovius oraz C. schlechtendali, natomiast w przypadku trzeciego gatunku jakim był P. adalius, w analizach danych wykorzystano wyniki uzyskane we wspominanym wcześniej doświadczeniu w temperaturze 25 °C. Ze względu na wysoką śmiertelność stadiów młodocianych oraz uzyskanych samic gatunku C. schlechtendali, uzyskanie parametrów reprodukcyjnych oraz obliczenie parametrów demograficznych dla tego gatunku okazało się niemożliwe. Długość rozwoju osobników młodocianych trzech badanych gatunków porównywano przy pomocy modelu liniowego (Quinn i Keough 2002). W przypadku problemów z modelowaniem, wykrytych podczas graficznej analizy reszt (Quinn i Keough 2002), model liniowy estymowano przy pomocy metody uogólnionych najmniejszych kwadratów, z zastosowaniem odpowiedniego modelowania reszt z modelu (Pinheiro i Bates 2000). Porównania wielokrotne wykonano przy pomocy odpowiednio zdefiniowanych kontrastów liniowych, bez poprawki na testowanie wielokrotne (Webster 2007; Kozak 2009). Natomiast parametry reprodukcyjne dla dwóch porównywanych gatunków porównywano testem t-studenta. Analiza reszt z modelu liniowego wykazała, że test ten był odpowiedni. Parametry demograficzne dwóch gatunków obliczono bazując na metodach obliczania parametrów proponowanych przez Birch (1948) oraz Andrewartha i Birch (1954). Na podstawie uzyskanych danych obliczono błędy standardowe tych parametrów, a ich porównanie wykonano stosując metodę jackknife (Maia i in. 2000), bez poprawki na testowanie wielokrotne (Webster 2007; Kozak 2009). Do analiz wykorzystano środowisko R (R Core Team 2015). Testowanie hipotez prowadzono przy poziomie istotności 0,05.

5. WYNIKI

5.1. FAUNISTYKA I TAKSONOMIA GATUNKÓW WYSTĘPUJĄCYCH NA RÓŻACH

5.1.1. Gatunki zasiedlające róże

W trakcie badań, w 21 spośród 81 przebadanych w Polsce stanowisk, stwierdzono występowanie trzech gatunków szpecieli: P. adalius, C. schlechtendali oraz nowego dla wiedzy gatunku Phyllocoptes resovius n. sp. Pierwszy z gatunków występował w 19, drugi w dziewięciu, natomiast trzeci tylko w jednej lokalizacji. W szklarniach odnotowano występowanie gatunku P. adalius i P. resovius, natomiast w warunkach naturalnych, na róży dzikiej, najczęściej gatunku C. schlechtendali. Odmiany róż uprawiane w parkach i ogrodach były zasiedlane przez oba gatunki. Ponadto w próbie zebranej w Izraelu stwierdzono występowanie jeszcze jednego, nowego dla wiedzy gatunku Eriophyes eremus n. sp. W próbach zebranych w Finlandii stwierdzono występowanie P. adalius oraz C. schlechtendali, a w USA tylko jednego gatunku P. fructiphilus. W przypadku prób zebranych w Turcji, Włoszech oraz Holandii nie stwierdzono występowania szpecieli. Należy jednak zaznaczyć, że próby pochodzące z trzech ostatnich krajów, pobierane były tylko z kilku lokalizacji.

5.1.1.1. Opis gatunku Phyllocoptes resovius n. sp.

Rodzina Eriophyidae Nalepa, 1898

Podrodzina Phyllocoptinae Nalepa, 1891

Tryb Phyllocoptini Nalepa, 1892

Rodzaj Phyllocoptes Nalepa, 1887

Phyllocoptes resovius n. sp.

(Rysunki 10–13)

Opis gatunku opublikowano w czasopiśmie Acarologia (Druciarek i Lewandowski 2016a)

DIAGNOZA Linie na tarczy prodorsalnej, zwłaszcza mediana i admediany, jak również mikroguzki na pierścieniach grzbietowych pokryte woskową wydzieliną. Urzeźbienie tarczy prodorsalnej: linia medialna niekompletna, zlokalizowana w tylnej części tarczy; rozwidlona w swojej przedniej części łącząc się z liniami admedialnymi, formując V-kształtny znak; w 2/3 swojej długości linia medialna ponownie połączona z liniami admedialnymi prostopadłymi lub nieznacznie odchylonymi ku tyłowi tarczy krótkimi liniami. Linie admedialne biegnące paralelnie od tylnej krawędzi tarczy do około 1/3 jej długości, gdzie łączą się za pomocą poprzecznej linii; od tego miejsca linie admedialne stopniowo ułożone rozbieżne, ku tylnej krawędzi tarczy. Linie submedialne I delikatnie faliste, stopniowo rozchodzące się ku tyłowi tarczy. Linie submedialne II zakrzywione i połączone z liniami submedialnymi I w 1/3 ich długości. Tuberkule szczecin sc blisko tylnej krawędzi tarczy; opistosoma równo zaokrąglona grzbietowo, z 53–67 grzbietowymi i 61–71 brzusznymi pierścieniami; pierścienie grzbietowe z mocnymi mikroguzkami, zwykle okrytymi wydzieliną woskową. Mikroguzki ułożone w czterech rzędach wzdłuż całej opistosomy; dwa rzędy wewnętrzne sformowane z wyraźnie większych, a dwa zewnętrzne z mniejszych mikroguzków; pozostałe mikroguzki rozłożone nieregularnie wzdłuż całej opistosomy. Pazurek pierzasty nie podzielony, symetryczny, 6-promienisty.

SAMICA (Rysunek 11 i 12) holotyp i 10 paratypów: Ciało wrzecionowate, długość 257 (165– 277); szerokość 67 (65–77). Gnatosoma 23 (23–26), zakrzywiona ku dołowi, szczecina d 9 (8– 10), szczecina ep 3 (3), szczecina v 3 (2–3), sztylety cheliceralne 19 (17–22). Tarcza prodorsalna 45 (42–48) długa, 56 (53–60) szeroka, trójkątno-owalna z trójkątnym lobem przednim 7 (5–8). Urzeźbienie tarczy: linia medialma widoczna tylko w tylnej części tarczy; w okolicach około 2/3 długości tarczy linia rozdwaja się i łączy z liniami admedialnymi, tworząc kształt litery V; na około 2/3 długości linii medialnej widoczne są linie do niej prostopadłe, lub lekko skierowane do tyłu tarczy, które łączą linię medialną z admedialnymi. Linie admedialne bardzo cienkie, wyraźne tylko w części środkowej. Linie te są równoległe w przedniej części do około 1/3 ich długości, gdzie łączą się z liniami poprzecznymi; od tego miejsca linie te stopniowo rozchodzą się w kierunki tylnego brzegu tarczy i łączą się z linią medialną w około 2/3 długości tarczy. Linie submedialne I, delikatnie falowane, biegną rozbieżnie do przodu ku tyłowi tarczy. Linie submedialne II są wygięte w łuk I łączą się z liniami submedialnymi I w 1/3 ich długości. Linia medialna, środkowa część linii admedialnych I linie łączące linie medialną z admedialnymi ślinie pokryte woskową

68 wydzielina. Tuberkule szczecin sc 4 (3–4) blisko tylnej krawędzi tarczy, w odległości 24 (23– 28) od siebie; szczecina sc 21 (18–22). Odnóża z wszystkimi typowymi członami i szczecinami. I para 33 (31–34); udo 10 (9–10), szczecina bv 16 (14–16), pozycja szczeciny bv 4 (4–5); kolano 5 (5–6), szczecina l” 28 (24–29); pozycja szczeciny l” 3 (3–4); goleń 9 (7–9), szczecina l’ 9 (9–11), pozycja szczeciny l’ 3 (3); stopa 8 (7–8), szczeciny: ft” 26 (23–27), ft’ 24 (21–26), u’ 8 (7–8); pazurek ω 9 (8–9); pazurek pierzasty 7 (6–7), nie podzielony, symetryczny, z 6 promieniami. II para 30 (29–32); udo 10 (9–10), szczecina bv 16 (13–17), pozycja szczeciny bv 5 (4–5); kolano 4 (4–5); szczecina l” 11 (10–12); pozycja szczeciny l” 3 (3–4); goleń 6 (5–6); stopa 8 (7–8); szczeciny: ft” 26 (23–27), ft’ 10 (7–10), u’ 7 (6–8); pazurek ω 9 (9–10); pazurek pierzasty 7 (6–7), nie podzielony, symetryczny, z 6 (6) promieniami. Płytki bioder z licznymi granulami i kropkami. Szczecina 1b 10 (8–12), w odległości 15 (12–16) od siebie; szczecina 1a 30 (22–32), w odległości 9 (8–11) od siebie; szczecina 2a 51 (45–53), w odległości 28 (24–30) od siebie; dystans pomiędzy szczeciną 1b i 1a 9 (8–10), dystans pomiędzy szczeciną 1a i 2a 11 (8–11). Apodemy 6 (6–7). Otwór genitalny 12 (12–16) długi, 22 (21–25) szeroki, płytka genitalna z 7 (5–9) podłużnymi liniami; szczecina 3a 61 (54–69), w odległości 17 (15–18) od siebie. Opistosoma z 57 (53–57) grzbietowymi i 68 (61–71) brzusznymi pierścieniami, 13 (10–13) pierścieni koksogenitalnych. Pierścienie grzbietowe z trójkątnymi mikroguzkami zwykle pokrytymi woskową wydzieliną, usytułowane blisko tylnej krawędzi pierścieni. Mikroguzki ułożone w czterech rzędach wzdłuż całej opistosomy; dwa rzędy wewnętrzne sformowane z wyraźnie większych, a dwa zewnętrzne z mniejszych mikroguzków; pozostałe mikroguzki rozłożone nieregularnie wzdłuż całej opistosomy. Pierścienie brzuszne z mikroguzkami owalnymi i spiczastymi, na ostatnich pierścieniach opistosomy mikroguzki wydłużone, usytułowane blisko tylnej krawędzi pierścieni. Szczecina c2 32 (28–35), w odległości 63 (55–72) od siebie, na 10 (10–12) pierścieniu brzusznym; szczecina d 64 (60–69), w odległości 35 (31–45) od siebie, na 22 (21–25) pierścieniu brzusznym; szczecina e 54 (53–61), w odległości 18 (16–22) od siebie, na 41 (37–42) pierścieniu brzusznym; szczecina f 30 (27–32), w odległości 24 (23–26) od siebie, na 63 (57– 66) pierścieniu brzusznym, 6 (5–6) pierścieniu od końca. Szczecina h1 6 (5–6), w odległości 5 (5–6) od siebie; szczecina h2 75 (69–77), w odległości 9 (9–11) od siebie; dystans pomiędzy szczeciną h1 i h2 3 (3).

SAMIEC (Rysunek 12) (7 osobników): Ciało wrzecionowate, długość 165–218; szerokość 52– 70. Gnatosoma 21–25, zakrzywiona ku dołowi, szczecina d 7–9, szczecina ep 2–3, szczecina

69 v 2, sztylety cheliceralne 16–17. Tarcza prodorsalna trójkątno-owalna, 41–44 długa, 46–56 szeroka, z lobem 4–7 powyżej podstawy gnatosomy i urzeźbieniem tarczy oraz woskowymi wydzielinami jak u samicy. Tuberkule sc 3–4, blisko tylnej krawędzi tarczy, w odległości 21– 26 od siebie; szczecina sc 14–19. Odnóża z wszystkimi typowymi członami i szczecinami. I para 28–32; udo 9–10, szczecina bv 13–17, pozycja szczeciny bv 4; kolano 5–6, szczecina l” 21–27, pozycja szczeciny l” 2–3; goleń 7–8, szczecina l’ 7–9, pozycja szczeciny l’ 3; stopa 6– 7, szczeciny: ft” 22–24, ft’ 21–24, u’ 6–7; pazurek ω 8–9; pazurek pierzasty 5–7, nie podzielone, symetryczne, z 5 promieniami. II para 26–30; udo 9–10, szczecina bv 13–15, pozycja szczeciny bv 4–5; kolano 4, szczecina l” 9–12, pozycja szczeciny l” 2–3; goleń 5–6; stopa 7–8, szczeciny: ft” 20–26, ft’ 7–9, u’ 6–7; pazurek ω 8–10; pazurek pierzasty 5–7, nie podzielony, symetryczny, z 5 promieniami. Płytki bioder z krótkimi liniami i granulami. Szczecina 1b 8–9, w odległości 12–14 od siebie; szczecina 1a 24–30, w odległości 8–10 od siebie; szczecina 2a 40–44, w odległości 22–27 od siebie; dystans pomiędzy szczeciną 1b i 1a 8–9, dystans pomiędzy szczeciną 1a i 2a 8–10. Apodemy 5–6. Otwór genitalny 14–16 długi, 18–21 szeroki, powierzchnia poniżej szczecin eugenitalnych z granulami; szczecina 3a 50–56, w odległości 15–18 od siebie. Opistosoma z 51–55 pierścieniami grzbietowymi, o kształcie i mikroguzkach podobnych jak u samicy, również pokrytymi woskowymi wydzielinami; 56– 67 pierścieni brzusznych oraz 10–12 pierścieni koksogenitalnych. Szczecina c2 25–31, w odległości 48–61 od siebie, na 8–12 pierścieniu brzusznym; szczecina d 54–67, w odległości 31–37 od siebie, na 18–24 pierścieniu brzusznym; szczecina e 49–55, w odległości 17–19 od siebie, na 32–39 pierścieniu brzusznym; szczecina f 26–30, w odległości 21–24 od siebie, na 52–62 pierścieniu brzusznym, 5–6 pierścieniu od końca. Szczecina h1 4–5, w odległości 4–5 od siebie; szczecina h2 54–71, w odległości 8–10 od siebie; dystans pomiędzy szczeciną h1 i h2 2–3.

NIMFA (5 osobników): Ciało wrzecionowate, nie pokryte woskowymi wydzielinami, długość 141–191; szerokość 45–56. Gnatosoma 21–23, zakrzywiona ku dołowi, szczecina d 5–6, szczecina ep 2–3, szczecina v 1–2, sztylety cheliceralne 13–15. Tarcza prodorsalna trójkątno- owalna, 32–41 długa, 37–41 szeroka, z lobem przednim 3–4 ponad podstawą gnatosomy i urzeźbieniem tarczy jak u samicy. Tuberkule sc 2–3 blisko tylnej krawędzi tarczy, w odległości 17–20 od siebie; szczecina sc 11–15. Odnóża z wszystkimi typowymi członami i szczecinami. I para 19–24; udo 6–7, szczecina bv 8–10, pozycja szczeciny bv 3–4; kolano 4, szczecina l” 14–15, pozycja szczeciny l” 2–3; goleń 4–5, szczecina l’ 5–6, pozycja szczeciny

70 l’ 2; stopa 4–6, szczeciny: ft” 14–17, ft’ 10–12, u’ 4–5; pazurek ω 6–7; pazurek pierzasty 3–4, nie podzielony, symetryczny, z 4–5 promieniami. II para 17–22; udo 6–7, szczecina bv 7–11, pozycja szczeciny bv 3; kolano 3–4, szczecina l” 5–7, pozycja szczeciny l” 2–3; goleń 3–4; stopa 4–6, szczeciny: ft” 14–17, ft’ 5–6, u’ 3–4; pazurek ω 6–7; pazurek pierzasty 3–4, nie podzielony, symetryczny, z 4 promieniami. Płytki bioder z granulami. Szczecina 1b 5–6, w odległości 10–12 od siebie; szczecina 1a 11–16, w odległości 7–10 od siebie; szczecina 2a 28–34, w odległości 20–26 od siebie; dystans pomiędzy szczeciną 1b i 1a 8–10, dystans pomiędzy szczeciną 1a i 2a 7–9. Szczecina 3a 29–37, w odległości 8–11 od siebie. Opistosoma z 46–50 pierścieniami grzbietowymi i wydłużonymi mikroguzkami położonymi blisko tylnej krawędzi pierścieni, 41–46 pierścieni brzusznych z owalnymi mikroguzkami, wydłużonymi na ostatnich pierścieniach opistosomy, 4–7 pierścieni kokso-genitalnych. Szczecina c2 17–21, w odległości 40–50 od siebie, na 7–8 pierścieniu brzusznym; szczecina d 35–42, w odległości 22–31 od siebie, na 15–17 pierścieniu brzusznym; szczecina e 35–38, w odległości 12–18 od siebie, na 24–27 pierścieniu brzusznym; szczecina f 18–21, w odległości 17–21 od siebie, na 37–42 pierścieniu brzusznym, 5–6 pierścieniu od końca. Szczecina h1 3–4, w odległości 4 od siebie; szczecina h2 44–47, w odległości 7–8 od siebie; odległość pomiędzy szczeciną h1 i h2 2–3.

LARWA (5 osobników): Ciało wrzecionowate, niepokryte woskowymi wydzielinami, długość 122–133; szerokość 41–44. Gnatosoma 17–19, zakrzywiona ku dołowi, szczecina d 4, szczecina ep 2, szczecina v 1–2, sztylety cheliceralne 12–13. Tarcza prodorsalna trójkątno- owalna, 28–31 długa, 29–33 szeroka, z lobem przednim 1–2 ponad podstawą gnatosomy. Urzeźbienie tarczy: brak linii medialnej; linie admedialne kompletne, delikatnie faliste; linie submedialne I widoczne tylko w przedniej części tarczy; brak linii submedialnych II. Tuberkule sc 1–2 blisko tylnej krawędzi tarczy, w odległości 14–18 od siebie; szczecina sc 10–11. Odnóża z wszystkimi typowymi członami i szczecinami. I para 16–17; udo 5–6, szczecina bv 5–7, pozycja szczeciny bv 3; kolano 3, szczecina l” 11–13, pozycja szczeciny l” 2; goleń 3–4, szczecina l’ 4, pozycja szczeciny l’ 2; stopa 3–4, szczeciny: ft” 12–14, ft’ 11–12, u’ 3–4; pazurek ω 5–6; pazurek pierzasty 4, nie podzielone, symetryczne, z 4 promieniami. II para 15– 16; udo 5–6, szczecina bv 6–7, pozycja szczeciny bv 3; kolano 2–3, szczecina l” 5–6, pozycja szczeciny l” 2; goleń 2–3; stopa 4–5, szczeciny: ft” 13–14, ft’ 6, u’ 3–4; pazurek ω 5–6; pazurek pierzasty 3–4, niepodzielone, symetryczne, z 4 promieniami. Płytki bioder gładkie. Szczecina 1b 4–5, w odległości 9 od siebie; szczecina 1a 10–13, w odległości 6–7 od siebie; szczecina 2a

17–25, w odległości 19–21 od siebie; odległość pomiędzy szczeciną 1b i 1a 7, odległość pomiędzy szczeciną 1a i 2a 6–8. Szczecina 3a 14–19, w odległości 7–8 od siebie. Opistosoma z 37–41 pierścieniami grzbietowymi i owalnymi mikroguzkami, 29–31 pierścieni brzusznych z owalnymi mikroguzkami, wydłużonymi na ostatnich pierścieniach opistosomy, 4 pierścienie koksogenitalne. Szczecina c2 14–16, w odległości 36–40 od siebie, na 5–6 pierścieniu brzusznym; szczecina d 30–34, w odległości 21–25 od siebie, na 11 pierścieniu brzusznym; szczecina e 25–31, w odległości 12–14 od siebie, na 17 pierścieniu brzusznym; szczecina f 15– 19, w odległości 16 od siebie, na 26–28 pierścieniu brzusznym, 4 pierścieniu od końca. Szczecina h1 3, w odległości 3–4 od siebie; szczecina h2 26–38, w odległości 6–7 od siebie; odległość pomiędzy szczeciną h1 i h2 2.

MATERIAŁ TYPOWY: Holotyp zebrany z R. hybrida, odmiana ‘Whisky Mac’ ze szklarniowej produkcji róż w okolicach Rzeszowa (49°59'N 21°57'E), województwo mazowieckie, 16 marca 2015 r., leg. T. Druciarek. Paratypy: 10 samic, 7 samców, 5 nimf oraz 5 larw z danymi takimi samymi jak w przypadku holotypu.

RELACJA Z ROŚLINĄ ŻYWICIELSKĄ: Phyllocoptes resovius należy do gatunków wolnożyjących. Wszystkie jego stadia rozwojowe występowały głównie na dolnej stronie blaszki liściowej, jak również na łodygach oraz płatkach kwiatów. Żerowanie szpecieli prowadziło do deformacji kwiatów i liści oraz hamowało wzrost całych roślin (Rysunek 13).

ETYMOLOGIA: Nazwa „resovius” odnosi się do łacińskiej nazwy miasta Rzeszów (łac. Resovia), w pobliżu którego, znaleziono ten nowy gatunek.

Rysunek 10. Zdjęcia SEM Phyllocoptes resovius n. sp.

Rysunek 11. Phyllocoptes resovius n. sp.: D – samica, strona grzbietowa; L1, L2 – samica, odnóża pierwszej i drugiej pary; DL – larwa; DN – nimfa. Opublikowano w Druciarek i Lewandowski (2016a)

Rysunek 12. Samica Phyllocoptes resovius n. sp.: CG – region biodrowo-genitalny; LO – pierścienie opistosomy, widok boczny; em – pazurek pierzasty; PL – boczny widok tylnej części ciała; IG – aparat genitalny; samiec: GM – region genitalny. Opublikowano w Druciarek i Lewandowski (2016a)

Rysunek 13. Objawy żerowania gatunku Phyllocoptes resovius n. sp. na róży (R. hybrida ‘Whisky Mac’) rosnącej w warunkach szklarniowych: A – mozaikowato-czerwone przebarwienia młodych liści; B – deformacje nowo rozwijających się pędów; C – deformacje w pełni rozwiniętych liści. Opublikowano w Druciarek i Lewandowski (2016a)

5.1.1.2. Opis gatunku Eriophyes eremus n. sp.

Rodzina Eriophyidae Nalepa, 1898

Podrodzina Eriophyinae Nalepa, 1898

Tryb Eriophyini Nalepa, 1898

Rodzaj Eriophyes von Siebold, 1851

Eriophyes eremus n. sp.

(Rysunki 14–15)

Opis gatunku opublikowano w czasopiśmie Zootaxa (Druciarek i Lewandowski 2016b)

DIAGNOZA Linia medialna przerwana; linie admedialne kompletne, nieznacznie rozbieżne, zaokrąglone w przedniej części i prawie łączące się z liniami submedialnymi u swego początku; linie submedialne I i II krótkie, tylko w przedniej części tarczy; tarcza z granulami i krótkimi liniami w tylnej części i po bokach tarczy. Tuberkule szczecin sc blisko tylnej krawędzi tarczy. Opistosoma równo zaokrąglona grzbietowo z 62–69 grzbietowymi i 56–63 brzusznymi pierścieniami; równa ilość pierścieni grzbietowych i brzusznych ze stożkowatymi mikroguzkami. Płytka genitalna z 2-5 zakrzywionymi, ukośnymi liniami. Brak szczecin i tuberkul h1. Pazurek pierzasty nie podzielony, symetryczny, 5–7-promienisty.

SAMICA (Rysunek 14 i 15) holotyp i 10 paratypów. Ciało wrzecionowate, długość 209 (156– 214); szerokość 55 (40–59). Gnatosoma 20 (18–21), zakrzywiona ku dołowi, szczecina d 4 (3– 5), szczecina ep 2, szczecina v 1, sztylety cheliceralne 13 (12–15). Tarcza prodorsalna 34 (31–35) długości, 39 (31–39) szerokości, półokrągła w przedniej części, bez lobu przedniego. Urzeźbienie tarczy: linia medialna poprzerywana, złożona z trzech odcinków; linie admedialne widoczne na całej długości tarczy delikatnie rozbieżne, w przedniej części zakrzywione I niemal połączone z liniami submedialnymi; Linie submedialne I I II krótkie, widoczne tylko w przedniej części tarczy; na bokach i tylnej części tarczy widoczne są krótkie linie oraz guzki. Tuberkule szczecin sc 2 (2–3), blisko tylnej krawędzi tarczy, w odległości 18 (16–19) od siebie; szczecina sc 17 (13–17). Odnóża z wszystkimi typowymi członami i szczecinami. I para 24 (22–25); udo 7 (6–7), szczecina bv 10 (8–11), pozycja szczeciny bv 3 (2–3); kolano 5 (4–5), szczecina l” 20 (17–22), pozycja szczeciny l” 2 (2–3); goleń 5 (5–6), szczecina l’ 7 (7–8), 77 pozycja szczeciny l’ 2; stopa 6 (5–7), szczeciny: ft” 20 (17–21), ft’ 14 (13–15), u’ 5 (4–6); pazurek ω 5; pazurek pierzasty 6 (5–6), nie podzielony, symetryczny, z 6 (5–7) promieniami. II para 23 (21–23); udo 7 (6–7), szczecina bv 9 (7–10), pozycja szczeciny bv 3; kolano 4 (4–5), szczecina l” 9 (8–11), pozycja szczeciny l” 2 (2–3); goleń 5 (4–5); stopa 6, szczeciny: ft” 19 (18–21), ft’ 6 (5–6), u’ 5 (4–5); pazurek ω 9 (8–10); pazurek pierzasty 5 (5–6), nie podzielony, symetryczny, z 6 (5–6) promieniami. Płytki bioder gładkie. Szczecina 1b 8 (7–8), w odległości 10 (10–11) od siebie; szczecina 1a 21 (19–24), w odległości 10 (9–11) od siebie; szczecina 2a 33 (24–36), w odległości 24 (23–26) od siebie; dystans pomiędzy szczeciną 1b i 1a 7 (6–8), dystans pomiędzy szczeciną 1a i 2a 9 (8–9). Prosternal apodeme 5 (5–7). Otwór genitalny 13 (11–15) długi, 23 (21–24) szeroki, płytka genitalna z podstawą granulowaną i 3 (2–5) zakrzywionymi, ukośnymi liniami w tylnej części; szczecina 3a 9 (7–10), w odległości 17 (16– 18) od siebie. Opistosoma z pierścieniami niepodzielonymi na część grzbietowa i brzuszną, 66 (62–69) grzbietowych i 60 (56–63) brzusznych pierścieni, 4 (4–5) pierścieni koksogenitalnych. Mikroguzki usytułowane blisko tylnej krawędzi pierścieni; spiczaste na grzbietowej jak i brzusznej stronie opistosomy. Szczecina c2 24 (20–24), w odległości 50 (40–54) od siebie, na 8 (6–9) pierścieniu brzusznym; szczecina d 57 (41–58), w odległości 34 (31–36) od siebie, na 18 (17–21) pierścieniu brzusznym; szczecina e 10 (9–14), w odległości 20 (17–21) od siebie, na 32 (30–36) pierścieniu brzusznym; szczecina f 22 (19–23), w odległości 21 (18–22) od siebie, na 54 (50–57) pierścieniu brzusznym, 7 (6–7) pierścieniu od końca. Brak szczecin i tuberkul h1; szczecina h2 46 (40–54), w odległości 10 (8–10) od siebie.

SAMIEC (Rysunek 15) (5 osobników). Ciało wrzecionowate, długość 155–195; szerokość 51– 59. Gnatosoma 19–20, zakrzywiona ku dołowi, szczecina d 3–4, szczecina ep 2, szczecina v 1, sztylety cheliceralne 14–15. Tarcza prodorsalna 28–33 długa, 34–40 szeroka, półokrągła w przedniej części bez lobu przedniego i z urzeźbieniem podobnym jak u samicy. Tuberkule sc 2, zlokalizowane blisko tylnej krawędzi tarczy, w odległości 18–21 od siebie; szczecina sc 12– 14. Odnóża z wszystkimi typowymi członami i szczecinami. I para 21–22; udo 6, szczecina bv 8–10, pozycja szczeciny bv 3; kolano 4, szczecina l” 14–19, pozycja szczeciny l” 2–3; goleń 4–5, szczecina l’ 8–11, pozycja szczeciny l’ 2; stopa 5–6, szczeciny: ft” 17–19, ft’ 9–13, u’ 4– 6; pazurek ω 5; pazurek pierzasty 4–5, niepodzielony, symetryczny, z 5 promieniami. II para 20–21; udo 6, szczecina bv 7–8, pozycja szczeciny bv 3; kolano 4, szczecina l” 7–8, pozycja szczeciny l” 2–3; goleń 3–4; stopa 5–6, szczeciny: ft” 14–20, ft’ 5–7, u’ 4–5; pazurek ω 7–9; pazurek pierzasty 4–5, niepodzielony, symetryczny, z 5 promieniami. Płytki bioder gładkie.

Szczecina 1b 5–8, w odległości 10–11 od siebie; szczecina 1a 13–17, w odległości 8–11 od siebie; szczecina 2a 24–27, w odległości 21–25 od siebie; dystans pomiędzy szczeciną 1b i 1a 7–8, dystans pomiędzy szczecina 1a i 2a 7–9. Prosternal apodeme 4–5. Otwór genitalny 14– 16 długi, 17–19 szeroki, powierzchnia poniżej szczecin eugenitalnych granulowana; szczecina 3a 5–8, w odległości 13–15 od siebie. Opistosoma zaokrąglona dorsalnie, pierścienie niepodzielone na część grzbietową i brzuszną; 57–63 pierścieni grzbietowych, 51–59 pierścieni brzusznych, 6–7 pierścieni koksogenitalnychi. Mikroguzki usytułowane blisko tylnych krawędzi pierścieni, spiczaste na grzbietowej jak i brzusznej stronie opistosomy. Szczecina c2 13–19, w odległości 42–53 od siebie, na 6–9 pierścieniu brzusznym; szczecina d 39–48, w odległości 32–37 od siebie, na 15–18 pierścieniu brzusznym; szczecina e 7–10, w odległości 18–21 od siebie, na 27–31 pierścieniu brzusznym; szczecina f 16–20, w odległości 18–20 od siebie, na 45–53 pierścieniu brzusznym, 6–7 pierścieniu od końca. Brak szczecin i tuberkul h1; szczecina h2 31–33, w odległości 9–10 od siebie.

NIMFA (5 osobników). Ciało wrzecionowate, długość 140–159; szerokość 40–49. Gnatosoma 18–19, zakrzywiona ku dołowi, szczecina d 2–3, szczecina ep 1–2, szczecina v 1, sztylety cheliceralne 11–13. Tarcza prodorsalna 24–28 długa, 28–37 szeroka, półokrągła w przedniej części, bez lobu przedniego. Urzeźbienie tarczy: linia medialna bardzo słaba lub brak; linie admedialne na całej długości tarczy, lekko rozbieżne; linia submedialna I biegnąca od przedniej części tarczy do podstawy tuberkul sc; wszystkie linie bardzo delikatne i pokryte granulami. Tuberkule sc 1–2, blisko tylnej krawędzi tarczy, w odległości 17–19 od siebie; szczecina sc 9–12. Odnóża z wszystkimi typowymi członami i szczecinami. I para 14–16; udo 5, szczecina bv 5–6, pozycja szczeciny bv 2; kolano 3, szczecina l” 11–14, pozycja szczeciny l” 2; goleń 3, szczecina l’ 4–5, pozycja szczeciny l’ 1–2; goleń 3–4, szczeciny: ft” 10–15, ft’ 8–11, u’ 3; pazurek ω 4; pazurek pierzasty 3–4, niepodzielony, symetryczny, z 4–5 promieniami. II para 13–15; udo 5, szczecina bv 4–5, pozycja szczeciny bv 1–2; kolano 3, szczecina l” 5–6, pozycja szczeciny l” 2; goleń 2–3; stopa 4, szczeciny: ft” 11–14, ft’ 4–5, u’ 2–3; pazurek ω 6–7; pazurek pierzasty 3–4, niepodzielony, symetryczny z, 4–5 promieniami. Płytki bioder gładkie. Szczecina 1b 3–5, w odległości 7–10 od siebie; szczecina 1a 10–13, w odległości 7–8 od siebie; szczecina 2a 18–20, w odległości 20–22 od siebie; dystans pomiędzy szczeciną 1b i 1a 6, dystans pomiędzy szczeciną 1a i 2a 7–8. Prosternal apodeme 2– 3. Szczecina 3a 4–5, w odległości 8–9 od siebie. Opistosoma zaokrąglona dorsalnie; 52–58 pierścieni grzbietowych, 41–46 pierścieni brzusznych, 5–7 pierścieni koksogenitalnych.

Mikroguzki spiczaste na grzbietowej jak i brzusznej stronie opistosomy. Szczecina c2 9–15, w odległości 36–44 od siebie, na 7–8 pierścieniu brzusznym; szczecina d 26–31, w odległości 26–34 od siebie, na 14–17 pierścieniu brzusznym; szczecina e 5–7, w odległości 14–17 od siebie, na 22–26 pierścieniu brzusznym; szczecina f 13–17, w odległości 17–20 od siebie, na 36–41 pierścieniu brzusznym, 6 pierścieniu od końca. Brak szczecin i tuberkul h1; szczecina h2 20–22, w odległości 8 od siebie.

LARWA (1 osobnik). Ciało wrzecionowate, długość 117; szerokość 41. Gnatosoma 17, zakrzywiona ku dołowi, szczecina ep 2, sztylety cheliceralne 12. Tarcza prodorsalna półokrągła 27 długa, 34 szeroka. Urzeźbienie tarczy: obecne tylko delikatne linie admedialne. Tuberkule sc 1, blisko tylnej krawędzi tarczy, w odległości 19 od siebie; szczecina sc 8. Odnóża z wszystkimi typowymi członami i szczecinami. I para 12; udo 4, szczecina bv 5, pozycja szczeciny bv 2; kolano 3, szczecina l” 13, pozycja szczeciny l” 1; goleń 3, szczecina l’ 2, stopa 3, szczeciny: ft” 10, ft’ 7, u’ 3; pazurek ω 3; pazurek pierzasty 3, niepodzielony, symetryczny, z 4 promieniami. II para 10; udo 4, kolano 2, szczecina l” 5, pozycja szczeciny l” 1; goleń 2; stopa 4, szczeciny: ft” 9, ft’ 5, u’ 2; pazurek ω 5; pazurek pierzasty 3, niepodzielony, symetryczny, z 4 promieniami. Płytki bioder gładkie. Szczecina 1b 3, w odległości 9 od siebie; szczecina 1a 10, w odległości 6 od siebie; szczecina 2a 14, w odległości 20 od siebie; dystans pomiędzy szczeciną 1b i 1a 5, dystans pomiędzy szczeciną 1a i 2a 7. Prosternal apodeme 4. Szczecina 3a 4, w odległości 6 od siebie. Opistosoma z 45 grzbietowymi i 30 brzusznymi pierścieniami o spiczastych mikroguzkach, 6 pierścieni koksogenitalnych. Szczecina c2 9, w odległości 34 od siebie, na 7 pierścieniu brzusznym; szczecina d 14, w odległości 27 od siebie, na 12 pierścieniu brzusznym; szczecina e 3, w odległości 16 od siebie, na 17 pierścieniu brzusznym; szczecina f 11, w odległości 16 od siebie, na 26 pierścieniu brzusznym, 5 pierścieniu od końca. Brak szczecin i tuberkul h1; szczecina h2 19, w odległości 6 od siebie.

MATERIAŁ TYPOWY Holotyp (TD08/02/14) zebrany z R. hybrida (nieznana odmiana róży okrywowej) w mieście Hajfa, Izrael (32°49'07"N 34°59'23"E), 16 lutego 2014 roku, leg. T. Druciarek. Paratypy: 17 samic, 10 samców, 22 nimfy i 15 larw (TD05/02/14-TD08/02/14) zebranych z R. hybrida (nieznana odmiana róży okrywowej), w mieście Hajfa, Izrael (32°49'07"N 34°59'23"E), 16 lutego 2014 roku, leg. T. Druciarek.

RELACJA Z ROŚLINĄ ŻYWICIELSKĄ Wszystkie stadia rozwojowe Eriophyes eremus n. sp. znajdowano wewnątrz pąków kwiatowych oraz u nasady ogonków liściowych. Nie zauważono widocznych objawów żerowania szpecieli.

ETYMOLOGIA Specyficzną nazwę gatunkową zaczerpnięto z łacińskiego rzeczownika ‘eremus’ - pustynia, w nawiązaniu do suchego klimatu w jakim znaleziono ten nowy gatunek.

Rysunek 14. Samica Eriophyes eremus n. sp.: D – strona dorsalna; em – pazurek pierzasty; IG – aparat genitalny; L1, L2 – odnóża pierwszej i drugiej pary. Opublikowano w Druciarek i Lewandowski (2016b)

Rysunek 15. Samica Eriophyes eremus n. sp.: CG – region biodrowo-genitalny; LO – pierścienie opistosomy, widok boczny; PL – boczny widok tylnej części ciała. Samiec; GM – region genitalny. Opublikowano w Druciarek i Lewandowski (2016b)

5.1.2. Parametry opisujące stopień zasiedlania

Wyniki badań wskazują na istotne różnice zagęszczenia szpecieli pomiędzy trzema badanymi grupami: (i) różami zasiedlonymi przez C. schlechtendali występującymi na stanowiskach naturalnych i w ogrodach, a (ii) rosnącymi w szklarniach oraz (iii) rosnącymi w ogrodach, zasiedlonymi przez P. adalius (P < 0,001). Przy czym, wartości zagęszczenia nie różniły się istotnie dla szpecieli na różach uprawianych w szklarniach oraz rosnących w gruncie, zasiedlanych prze P. adalius (odpowiednio 221,7 oraz 175,0 osobników na liść), istotnie niższe wartości tego parametru stwierdzono natomiast dla gatunku C. schlechtendali zasiedlającego róże gruntowe (16,9 osobników/liść) Na wytypowanych do szczegółowych badań stanowiskach ekstensywność zasiedlania wynosiła 52% (SD=31) i wahała się od 13 do 100% w zależności od stanowiska (Rysunek 16). Zagęszczenie szpecieli na liść (25 cm2) na wytypowanych stanowiskach wynosiło 110,2 (SD=195,2; min-max: 0,9-578,9) (Rysunek 17). Natomiast średnia intensywność zasiedlania osiągnęła wartość 128,9 (SD= 200,6; min-max: 3,9-598,9) (Rysunek 18).

a a b

100 90 80 % 70 60 50 40 30 20 10 0

Rysunek 16. Ekstensywność zasiedlania róż przez szpeciele na wytypowanych stanowiskach. Kolor czarny – uprawa szklarniowa, pomarańczowy – uprawa ogrodowa, niebieski – stanowiska naturalne. Grupy oznaczone tą samą literą nie różniły się istotnie

700

600 ść

w/li 500 ó 400 300

200 Liczba osobnik Liczba 100 0

Rysunek 17. Zagęszczenie róż przez szpeciele na wytypowanych stanowiskach. Kolor czarny – uprawa szklarniowa, pomarańczowy – uprawa ogrodowa, niebieski – stanowiska naturalne

600 ść

500 w/li ó 400 300 200

Liczba osobnik Liczba 100 0

Rysunek 18. Intensywność zasiedlania róż przez szpeciele na wytypowanych stanowiskach. Kolor czarny – uprawa szklarniowa, pomarańczowy – uprawa ogrodowa, niebieski – stanowiska naturalne

5.1.3. Pokrewieństwo gatunków z rodzaju Phyllocoptes zasiedlających róże

5.1.3.1. Phyllocoptes adalius jako senior synonim Phyllocoptes rosarum

W trakcie prowadzonych badań stwierdzono polimorfizm sezonowy samic P. adalius, co świadczy o występowaniu złożonego cyklu rozwojowego u tego gatunku. Ponadto, analiza materiału zebranego w lokalizacji typowej dla gatunku P. rosarum (Marimasku, Finlandia) pozwoliła na stwierdzenie dużego podobieństwa morfologicznego tych osobników z formami zimowymi samic P. adalius, zebranymi w Polsce. Stwierdzenie to oraz duże podobieństwo uzyskanych pomiarów z podawanymi w oryginalnym opisie dla gatunku P. rosarum, potwierdza przypuszczenia, że gatunek ten jest synonimem P. adalius (Tabela 6). Różnice morfologiczne pomiędzy letnimi i zimowymi formami samic P. adalius dotyczą głównie cech jakościowych, takich jak: urzeźbienie tarczy prodorsalnej oraz kształt mikroguzków na pierścieniach grzbietowych. Samice protogynne charakteryzują się bardziej wyraźnymi liniami na tarczy prodorsalnej, jak również lekką granulacją linii madialnej i linii admedialnych w tylnej części tarczy. Mikroguzki występujące w grzbietowej części opistosomy samic protogynnych są wyraźnie stożkowate i ostro zakończone, natomiast u samic deutogynnych są one zdecydowanie mniejsze, owalne i pozbawione ostrych zakończeń (Rysunek 22). Oba typy samic mogą jednak nieznacznie różnic się również cechami ilościowymi. Analiza zmiennych kanonicznych 24 cech samic pochodzących z kilku populacji, w tym pochodzącej z Finlandii, wskazuje na niewielkie zróżnicowanie obu form badanych osobników. Pierwsza zmienna kanoniczna odpowiadająca za rozróżnienie pomiędzy samicami protogynnymi i deutogynnymi opisuje 39.7% całkowitej zmienności (Rysunek 19). W przypadku tej zmiennej najważniejszymi cechami, które maja największy wpływ na zróżnicowanie form samic były: długość otworu genitalnego, liczba pierścieni brzusznych oraz długość szczeciny sc (Tabela 7). Jednakże, zmiana ta wyraźnie różnicuje formy protogynne od deutogynnych tylko w jednaj populacji (PL_Sas), w przypadku pozostałych, obie formy samic w poszczególnych populacjach nakładają się na siebie. Druga zmienna kanoniczna odpowiada za zróżnicowanie poszczególnych populacji i opisuje 24,4% ogólnej zmienności. W przypadku tej zmiennej najważniejszymi cechami były: długość szczeciny 3a i sc oraz liczba pierścieni grzbietowych (Tabela 7). Zmienna ta wyraźnie różnicuje formy samic również tylko w jednej populacji PL_Wil (Rysunek 17).

Tabela 6. Porównanie cech morfologicznych Polskich oraz Fińskiej populacji Phyllocoptes adalius z wartościami cech z oryginalnych opisów gatunków. Opublikowano Druciarek i in. (2016)

P. rosarum P. rosarum P. adalius P. adalius P. adalius Charakterystyka (Liro (Roivainen Polska Finlandia (Keifer 1939a) samic 1943) 1951) Protogynne Deutogynne Protogynne Deutogynne n=3 n=16 n=19 n=30 n=30 n=niezn. n=niezn. Długość ciała 206.2 - 274.5 173.5 - 261.5 199.8 - 265.8 179.9 - 272.6 150 -180 140 - 175 135 - 210 Długość chelicer 16.4 - 17.9 13.7 - 19.8 16.4 - 19.1 16.5 - 18.8 28 rostrum 21 25 - 27 rostrum Długość tarczy prodorsalnej 40.3 - 43.9 38 - 45.9 39.7 - 43.2 36.2 - 42.7 45 44 37 - 40 Szerokość tarczy prodorsalnej 47.5 - 55.8 45 - 54.6 48.0 - 51.4 42 - 52 47 - - Długość szczeciny sc 17.1 - 21.2 15 - 19.5 17.2 - 20 14.8 - 19.4 18 16 9 - 16 Odl. pomiędzy tub. szczecin sc 21.3 - 26.8 20.2 - 26.4 20.7 - 23.7 18.2 - 23.3 17 20 - Liczba pierścieni grzbietowych 55 - 61 51 - 58 53 - 59 50 - 56 55 - 60 57 50 - 55 Liczba pierścieni brzusznych 64 - 73 61 - 69 62 - 69 55 - 64 65 - 70 57 55 - 65 Długość szczeciny c2 24.1 - 34.7 28.5 - 34.3 27.7 - 32.5 25.6 - 32.3 32 - 17 - 30 Długość szczeciny d 46.5 - 65.1 52.3 - 65.8 48.1 - 60.8 49.5 - 61.9 41 - 20 - 40 Długość szczeciny e 34.6 - 58.4 49.7 - 59.3 44.1 - 53.4 46.3 - 53.1 26 - 20 - 30 Długość szczeciny f 24.6 - 34.6 28 - 35.2 27.4 - 31.9 27.2 - 33.8 26 - 25 - 32 Długość otworu genitalnego 11 - 14 10.2 - 13.8 10.4 - 11.9 9.6 - 12.8 12 16 11 - 13 Szerokość otworu genitalnego 20.9 - 24.7 22.7 - 26 19.9 - 23.7 19.7 -25.2 24 24 18 - 21 Długość szczeciny 3a 41.4 - 58 47.5 - 68.9 45.6 - 57.9 48.3 - 59.4 26 - 12 - 20 Liczba linii na płytce genitalnej 9 - 11 7 - 10 7 - 8 5 - 10 6 - 8 - 10 Długość nogi I 30.5 - 34.8 29.7 - 34.8 31.1 - 33.2 30.6 - 35.3 35 - 27 - 33 Długość goleni I 7.7 - 9.1 6.8 - 9.1 7.7 - 9 7.3 - 9.1 9 6.5 6.5 - 8 Długość stopy I 6 - 8.1 6.1 - 8 6.4 - 7.5 6.1 - 7.8 8 6.5 6.5 - 7 Liczba promieni pazurka pierz. I 5 - 6 6 6 6 6 5 5 - 6 Długość nogi II 30.2 - 32.6 28.6 - 33.2 27.8 - 32 28.2 - 31.2 32 - - Długość goleni II 4.8 - 6.5 5 - 6.4 5.6 - 6.7 5 - 6.6 6.5 - - Długość stopy II 6.8 - 8.2 7.2 - 8.4 7.1 - 8.0 7 - 7.7 7.5 - - 87

(24,4%)

zmienna kanoniczna zmienna

Druga

Pierwsza zmienna kanoniczna (39,7%)

Rysunek 19. Analiza zmiennych kanonicznych 24 cech protogynnych i deutogynnych form samic Phyllocoptes adalius. Wyjaśnienie skrótów: deuto = ♀ deutogynne; proto = ♀ protogynne; FI_Tur – Turku, Finlandia; PL_Pow – Ogród PAN w Powsinie, Polska; PL_Sas – Ogród Saski, Polska; PL_Wil – Ogród Pałacu w Wilanowie, Polska. Opublikowano w Druciarek i in. (2016)

Tabela 7. Wartości pierwszej (CV1) oraz drugiej (CV2) zmiennej kanonicznej dla Phyllocoptes adalius. Opublikowano w Druciarek i in. (2016)

Nazwa Wartości zmiennych kanonicznych Symbol cechy CV1 CV2 K długość otworu genitalnego -0.71 -0.52 F liczba pierścieni brzusznych 0.70 -0.47 D długość szczeciny sc 0.55 0.64 T odległość pomiędzy tub. szczecin 2a 0.53 0.03 M długość szczeciny 3a -0.50 0.80 P odległość pomiędzy tub. szczecin 1b -0.50 0.32 E liczba pierścieni grzbietowych 0.03 0.57

Ze wzglądu na fakt, że istniejący opis gatunku P. adalius nie uwzględniał zmienności sezonowej samic (występowanie formy proto i deutogynnej), a także nie zawierał opisów samca

88 oraz form młodocianych, zdecydowano się na wykonanie opisu uzupełniającego tego gatunku. Opis wykonano na podstawie materiału zebranego w Polsce oraz Finlandii. Prezentowany w niniejszej pracy opis uzupełniający P. adalius został opublikowano w czasopiśmie Systematic and Applied Acarology (Druciarek i in. 2016).

Rodzina: Eriophyidae Nalepa, 1898 Podrodzina: Phyllocoptinae Nalepa, 1891 Tryb: Phyllocoptini Nalepa, 1892 Rodzaj: Phyllocoptes Nalepa, 1887 Opis uzupełniający gatunku Phyllocoptes adalius Keifer, 1939 (Rysunki 20–21)

Phyllocoptes adalius Keifer, 1939: Bull. Cal. Dept. Agric., ES VII, 28: 487, pl. 99. Eriophyes rosarum Liro, 1943: Ann. Zool. Soc. Zool.-Bot. Fenn., Vanamo 9(3): 24-25, f. 20. Phyllocoptes rosarum (Liro, 1943): Roivainen 1951, Acta Entomol. Fenn., 8: 1-72.

DIAGNOZA Urzeźbienie tarczy prodorsalnej: linia medialna krótka, widoczna tylko w tylnej części tarczy; linie admedialne wygięte, widoczne na całej długości tarczy, łączą się w 1/3 i 2/3 długości tarczy; linie submedialne I proste, widoczne od tuberkuli szczecin sc do przedniej krawędzi tarczy; linie submedialne II widoczne w tylnej części tarczy, wygięte łukowato i połączone w połowie długości tarczy z liniami submedialnymi I; linie położone w tylnej krawędzi tarczy oraz jej boczne krawędzie pokryte mikroguzkami. Tuberkule szczecin sc blisko tylnej krawędzi tarczy; opistosoma równo zaokrąglona grzbietowo z 52–62 grzbietowymi oraz 61–71 brzusznymi pierścieniami; pazurek pierzasty nie podzielone, symetryczne, 5–6- promieniste.

SAMICA PROTOGYNNA (Rysunek 20 i 21) (16 osobników): ciało wrzecionowate, długość 206–275; szerokość 65–77. Gnatosoma 22–25, zakrzywiona ku dołowi, szczecina d 8–10, szczecina ep 3, szczecina v 2, sztylety cheliceralne 16–18. Tarcza prodorsalna trójkątno- owalna, 40–44 długa, 48–56 szeroka, z trójkątnym lobem przednim 4–7. Urzeźbienie tarczy: linia medialna krótka widoczna tylko w tylnej części tarczy; linie admedialne powyginane, widoczne na całej długości tarczy, łączą się w 1/3 i 2/3 długości tarczy; linie submedialne I proste, widoczne od tuberkuli szczecin sc do przedniej krawędzi tarczy; linie submedialne II widoczne w tylnej części tarczy, wygięte łukowato i połączone w połowie długości tarczy z liniami submedialnymi I; linie położone w tylnej krawędzi tarczy oraz jej boczne krawędzie 89 pokryte mikroguzkami. Tuberkule szczecin sc blisko tylnej krawędzi tarczy, w odległości 21– 27 od siebie, szczeciny sc 17–21. Odnóża z wszystkimi typowymi członami i szczecinami. I para 31–35; udo 10 szczecina bv 14–17, pozycja szczecina bv 4 kolano 5–6, szczecina l” 22– 30, pozycja szczeciny l” 3–4; goleń 8–9, szczecina l’ 8–11, pozycja szczeciny l’ 3; stopa 6–8, szczeciny: ft” 21–28, ft’ 18–25, u’ 6–9; pazurek ω 8–10, łukowato wygięty; pazurek pierzasty 6–8, nie podzielony, symetryczny, 5–6-promienisty. II para 30–33; udo 10–11, szczecina bv 14–20, pozycja szczeciny bv 4–5; kolano 4–5, szczecina l” 10–13, pozycja szczeciny l” 2– 3; goleń 5–7; stopa 7–8, szczeciny: ft” 19–27, ft’ 8–10, u’ 5–8; pazurek ω 9–11, łukowato wygięty; pazurek pierzasty 6–7, nie podzielony, symetryczny, 5–6-promienisty. Płytki bioder z licznymi liniami i kropkami. Szczecina 1b 8–12, w odległości 12–15 od siebie; szczecina 1a 20–31, w odległości 6–10 od siebie; szczecina 2a 30–47, w odległości 23–29 od siebie; dystans pomiędzy szczeciną 1b i 1a 7–8, dystans pomiędzy szczeciną 1a i 2a 7–9. Otwór genitalny 11– 14 długi, 21–25 szeroki, płytka genitalna z 9–11 podłużnymi liniami; szczecina 3a 41–58, w odległości 15–21 od siebie. Opistosoma z 55–61 grzbietowymi i 64–73 brzusznymi pierścieniami, 9–13 pierścieni koksogenitalnych. Pierścienie grzbietowe ze stożkowatymi mikroguzkami, umiejscowionymi na zewnętrznych krawędziach pierścieni, pierścienie brzuszne z mikroguzkami owalnymi i ostrymi, na tylnych pierścieniach mikroguzki wydłużone, umiejscowione na zewnętrznych krawędziach pierścieni. Szczecina c2 24–35, w odległości 52–73 od siebie, na 10–13 pierścieniu; szczecina d 47–65, w odległości 32–44 od siebie, na 23–27 pierścieniu; szczecina e 35–58, w odległości 17–24 od siebie, na 39–45 pierścieniu; szczecina f 25–35, w odległości 22–28 od siebie, na 60–69 pierścieniu, 5–6 pierścieniu od końca. Szczecina h1 4–6, w odległości 5–7 od siebie; szczecina h2 70–98, w odległości 10–11 od siebie; dystans pomiędzy h1 i h2 3.

SAMICA DEUTOGYNNA (Rysunek 21) (19 osobników): ciało wrzecionowate, długość 174–262; szerokość 59–71. Gnatosoma 25–29, zakrzywiona ku dołowi, szczecina d 7–10, szczecina ep 3–4, szczecina v 2–3, sztylety cheliceralne 14–20. Tarcza prodorsalna trójkątno- owalna, 38–46 długa, 45–55 szeroka. Urzeźbienie tarczy: podobne do formy protogynnej, jednak wszystkie linie są delikatne, słabo widoczne, ponadto na liniach i bocznych krawędziach tarczy brak mikroguzków. Tuberkule szczecin sc blisko tylnej krawędzi tarczy, w odległości 20–26 od siebie, szczecina sc 15–20. Odnóża z wszystkimi typowymi członami i szczecinami. I para 30–35; udo 9–12, szczecina bv 10–17, pozycja szczeciny bv 4–5; kolano 5–6, szczecina l” 19–33, pozycja szczeciny l” 2–4; goleń 7–9, szczecina l’ 9–12, pozycja szczeciny l’ 2–4;

90 stopa 6–8, szczeciny: ft” 23–28, ft’ 20–25, u’ 5–9; pazurek ω 8–10, łukowato wygięty; pazurek pierzasty 6–8, nie podzielony, symetryczny, 6-promienisty. II para 29–33; udo 9–12, szczecina bv 15–19, pozycja szczeciny bv 3–5; kolano 4–6, szczecina l” 10–13, pozycja szczeciny l” 2– 3 goleń 5–6; stopa 7–8, szczeciny: ft” 20–27, ft’ 8–10, u’ 6–9; pazurek ω 8–10, łukowato wygięty; pazurek pierzasty 6–8, nie podzielony, symetryczny, 6-promienisty. Płytki bioder z licznymi granulami i kropkami. Szczecina 1b 10–14, w odległości 13–15 od siebie; szczecina 1a 25–33, w odległości 7–9 od siebie; szczecina 2a 37–48, w odległości 24–28 od siebie; dystans pomiędzy szczeciną 1b i 1a 7–8, dystans pomiędzy szczeciną 1a i 2a 7–9. Otwór genitalny 10–14 długi, 23–26 szeroki, płytka genitalna z 7–10 podłużnymi liniami; szczecina 3a 48–69, w odległości 15–19 od siebie. Opistosoma z 52–58 grzbietowymi pierścieniami i owalnymi mikroguzkami; 61–69 brzusznych pierścieni z owalnymi mikroguzkami, wydłużonymi na ostatnich pierścieniach opistosomy, 11–14 pierścieni koksogenitalnych. Szczecina c2 29–34, w odległości 52–64 od siebie, na 10–13 pierścieniu; szczecina d 52–66, w odległości 31–38 od siebie, na 21–28 pierścieniu; szczecina e 50–59, w odległości 15–19 od siebie, na 36–43 pierścieniu; szczecina f 28–35, w odległości 20–26 od siebie, na 56–64 pierścieniu, 5–6 pierścieniu od końca. Szczecina h1 5–6, w odległości 5–7 od siebie; szczecina h2 90–107, w odległości 10–12 od siebie; dystans pomiędzy szczeciną h1 i h2 2–3.

SAMIEC (Rysunek 21) (7 osobników): ciało wrzecionowate, długość 168–216; szerokość 57– 62. Gnatosoma 25–28, zakrzywiona ku dołowi, szczecina d 6–8, szczecina ep 3, szczecina v 2, sztylety cheliceralne 15–17. Tarcza prodorsalna trójkątno-owalna, 38–41 długa, 46–51 szeroka, z urzeźbieniem jak u protogynnej samicy. Tuberkule szczecin sc blisko tylnej krawędzi tarczy, w odległości 20–24 od siebie, szczecina sc 12–14. Odnóża z wszystkimi typowymi członami i szczecinami. I para 28–29; udo 8–9, szczecina bv 12–14, pozycja szczeciny bv 4; kolano 5, szczecina l” 18–23, pozycja szczeciny l” 2–3; goleń 7–8, szczecina l’ 7–8, pozycja szczeciny l’ 2–3; stopa 6–7, szczeciny: ft” 21–23, ft’ 17–20, u’ 6–7; pazurek ω 8–9, łukowato wygięty; pazurek pierzasty 5–7, nie podzielony, symetryczny, 5-promienisty. II para 26–29; udo 8–9, szczecina bv 13–14, pozycja szczeciny bv 4; kolano 4, szczecina l” 8– 10, pozycja szczeciny l” 2–3; goleń 5–6; stopa 6–7, szczeciny: ft” 18–24, ft’ 7–8, u’ 5–6; pazurek ω 9–10, łukowato wygięty; pazurek pierzasty 6, nie podzielony, symetryczny, 5-promienisty. Płytki bioder z licznymi granulami i kropkami. Szczecina 1b 8–9, w odległości 11–13 od siebie; szczecina 1a 18–25, w odległości 6–7 od siebie; szczecina 2a 34–39, w odległości 22–25 od siebie; dystans pomiędzy szczeciną 1b i 1a 7–8, dystans pomiędzy

91 szczeciną 1a i 2a 6–8. Otwór genitalny 13–16 długi, 18–20 szeroki, powierzchnia poniżej Szczecin eugenitalnych z granulami; szczecina 3a 45–57, w odległości 15–19 od siebie. Opistosoma z 50–57 grzbietowymi pierścieniami i zaostrzonymi mikroguzkami; 58–65 brzusznych pierścieni z owalnymi mikroguzkami, wydłużonymi na ostatnich pierścieniach opistosomy, 10–11 pierścieni koksogenitalnych. Szczecina c2 24–27, w odległości 48–56 od siebie, na 10–11 pierścieniu; szczecina d 45–53, w odległości 29–36 od siebie, na 20–21 pierścieniu; szczecina e 39–48, w odległości 15–20 od siebie, na 33–38 pierścieniu; szczecina f 24–29, w odległości 18–22 od siebie, na 54–60 pierścieniu, 5 pierścieniu od końca. Szczecina h1 4–5, w odległości 5–6 od siebie; szczecina h2 70–91, w odległości 9–10 od siebie; dystans pomiędzy szczeciną h1 i h2 2–3.

NIMFA (7 osobników): ciało wrzecionowate, długość 140–180; szerokość 45–57. Gnatosoma 21–25, zakrzywiona ku dołowi, szczecina d 4–6, szczecina ep 2–3, szczecina v 2, chelicery 13– 16. Tarcza prodorsalna trójkątnego kształtu, 37–40 długa, 40–49 szeroka, z urzeźbieniem podobnym do tego jak u deutogynnej samicy. Tuberkule szczecin sc blisko tylnej krawędzi tarczy, w odległości 18–21 od siebie, szczecina sc 11–15. Odnóża z wszystkimi typowymi członami i szczecinami. I para 23–25; udo 7–8, szczecina bv 8–11, pozycja szczeciny bv 3; kolano 4, szczecina l” 14–22, pozycja szczeciny l” 2–3; goleń 5, szczecina l’ 6–7, pozycja szczeciny l’ 2–3; stopa 5–6, szczeciny: ft” 16–20, ft’ 13–18, u’ 4–6; pazurek ω 7–8, łukowato wygięty; pazurek pierzasty 5, nie podzielony, symetryczny, 5-promienisty. II para 22–23; udo 7–8, szczecina bv 10–11, pozycja szczeciny bv 3–4; kolano 3–4, szczecina l” 7–8, pozycja szczeciny l” 2–3; goleń 3–4; stopa 6, szczeciny: ft” 16–20, ft’ 5–6, u’ 4–5; pazurek ω 6–8, łukowato wygięty; pazurek pierzasty 4–5, nie podzielony, symetryczny, 4–5-promienisty. Płytki bioder z licznymi granulami i kropkami. szczecina 1b 6–7, w odległości 9–11 od siebie; szczecina 1a 14–20, w odległości 6–7 od siebie; szczecina 2a 22–32, w odległości 20–24 od siebie; dystans pomiędzy szczeciną 1b i 1a 7–8, dystans pomiędzy szczeciną 1a i 2a 5–6. Szczecina 3a 18–25, w odległości 10–12 od siebie. Opistosoma z 51–54 pierścieniami grzbietowymi z wydłużonymi mikroguzkami umiejscowionymi na zewnętrznych krawędziach pierścieni; 41–47 pierścieni brzusznych z owalnymi mikroguzkami, wydłużonymi na ostatnich pierścieniach. Szczecina c2 19–22, w odległości 40–50 od siebie, na 7–8 pierścieniu; szczecina d 25–40, w odległości 23–34 od siebie, na 16–19 pierścieniu; szczecina e 21–28, w odległości 13–16 od siebie, na 25–29 pierścieniu; szczecina f 16–24, w odległości 16–19 od siebie, na 38–

43 pierścieniu, 4–5 pierścieniu od końca. Szczecina h1 4, w odległości 4–5 od siebie; szczecina h2 29–56, w odległości 8–9 od siebie; dystans pomiędzy szczeciną h1 i h2 2–3.

LARWA (7 osobników): ciało wrzecionowate, długość 94–131; szerokość 39–46. Gnatosoma 12–15, zakrzywiona ku dołowi, szczecina d 3–4, szczecina ep 2, szczecina v 1–2, sztylety cheliceralne 12–13. Tarcza prodorsalna trójkątnego kształtu, 27–32 długa, 32–38 szeroka. Urzeźbienie tarczy: brak linii medialnej; linie admedialne widoczne na całej długości tarczy, nieco powyginane; linie submedialne I tylko w przedniej połowie tarczy; brak linii submedialnej II. Tuberkule szczecin sc blisko tylnej krawędzi tarczy, w odległości 16–19 od siebie, szczecina sc 8–10. Odnóża z wszystkimi typowymi członami i szczecinami. I para 15– 18; udo 5–6, szczecina bv 6–7, pozycja szczeciny bv 3; kolano 3–4, szczecina l” 12–16 pozycja szczeciny l” 2; goleń 3, szczecina l’ 4, pozycja szczeciny l’ 2; stopa 3–4, szczeciny: ft” 13–15, ft’ 11–13, u’ 3–4; pazurek ω 5–6, łukowato wygięty; pazurek pierzasty 4, nie podzielony, symetryczny, 4–5-promienisty. II para 16–17; udo 5–6, szczecina bv 7–9, pozycja szczeciny bv 3; kolano 3, szczecina l” 5–6, pozycja szczeciny l” 2; goleń 2–3; stopa 4, szczeciny: ft” 15–18, ft’ 4–5, u’ 3–4; pazurek ω 5–6, łukowato wygięty; pazurek pierzasty 4–5, nie podzielony, symetryczny, 4-promienisty. Płytki bioder z granulami i kropkami. Szczecina 1b 4–5, w odległości 8–10 od siebie; szczecina 1a 9–13, w odległości 5–7 od siebie; szczecina 2a 16– 24, w odległości 18–21 od siebie; dystans pomiędzy szczeciną 1b i 1a 5–7, dystans pomiędzy szczeciną 1a i 2a 5–6. Szczecina 3a 11–15, w odległości 8–9 od siebie. Opistosoma z 38–42 pierścieniami grzbietowymi z owalnymi mikroguzkami; 30–34 pierścieni brzusznych z owalnymi mikroguzkami, wydłużonymi na ostatnich pierścieniach. Szczecina c2 14–17, w odległości 31–38 od siebie, na 5–6 pierścieniu; szczecina d 19–29, w odległości 18–23 od siebie, na 11–13 pierścieniu; szczecina e 15–27, w odległości 9–12 od siebie, na 17–20 pierścieniu; szczecina f 16–20, w odległości 12–15 od siebie, na 27–30 pierścieniu, 4–5 pierścieniu od końca. Szczecina h1 3, w odległości 3–4 od siebie; szczecina h2 29–40, w odległości 6–7 od siebie; dystans pomiędzy szczeciną h1 i h2 2.

ANALIZOWANY MATERIAŁ Badany materiał stanowiło 10 protogynnych i 9 deutogynnych samic, 5 samców oraz 10 młodocianych osobników zebranych z R. hybrida, odmiany ‘Falstaff [Ausverse]’ i ‘Apricot nectar’ z Ogrodu Botanicznego PAN w Powsinie (52°06'29.3"N, 21°05'43.6"E), leg. T. Druciarek. 6 protogynnych i 10 deutogynnych samic, 2 samce oraz 4 młodociane osobniki zebrane z R. hybrida (nieznana odmiana) w Warszawie

(park miejski „Przy Bażantarni”), (52°08'10.6"N, 21°03'51.3"E), leg. T. Druciarek. Wszystkie wymienione osobniki zebrano we wrześniu i październiku 2011 roku.

DODATKOWY MATERIAŁ Osobniki zebrane w Finlandii: 5 deutogynnych samic zebranych z Rosa sp. na stanowisku typowym dla P. rosarum (Liro, 1943), Merimasku (60°29'45.6"N, 21°52'06.4"E) i Naantali (60°28'05.4"N, 22°00'55.0"E); 30 protogynnych i 30 deutogynnych samic zebranych w Turku (60°27'14.7"N, 22°16'41.0"E). Wszystkie wymienione osobniki zebrano 11 października 2014 roku.

RELACJA Z ROŚLINĄ ŻYWICIELSKĄ Wszystkie stadia rozwojowe P. adalius występowały na liściach, szczególnie na ich spodniej stronie, jak również na łodygach i kwiatach, powodując opadanie liści oraz zniekształcenie płatków kwiatowych.

Rysunek 20. Samica Phyllocoptes adalius: D – strona grzbietowa; CG – region biodrowo-genitalny; L1, L2 – odnóża; PL – boczny widok tylnej części ciała. Samiec: GM – region genitalny. Opublikowano w Druciarek i in. (2016) 95

Rysunek 21. Samica Phyllocoptes adalius: LM – strona boczna; LO – pierścienie opistosomy, widok boczny; ADD – grzbietowa strona przedniej części ciała (♀ deutogynna); ADP – grzbietowa strona przedniej części ciała (♀ protogynna); em – pazurek pierzasty; IG – aparat genitalny; stadia młodociane: LN – nimfa bocznie; LL – larwa bocznie. Opublikowano w Druciarek i in. (2016) 96

Rysunek 22. Zdjęcia SEM Phyllocoptes adalius: A – forma protogynna; B – forma deutogynna; C – tarcza prodorsalna formy protogynnej; D – tarcza prodorsalna formy deutogynnej. Opublikowano w Druciarek i in. (2016)

5.1.3.2. Hybrydyzacja międzygatunkowa Phyllocoptes adalius i Phyllocoptes resovius

W doświadczeniach dotyczących możliwości krzyżowania się gatunków P. adalius i P. resovius, wykonanych według schematu zamieszczonego na Rysunku 9 (str. 50), oceniano przeżywalność i proporcje płci potomstwa pierwszego i drugiego pokolenia. W doświadczeniu pierwszym nie stwierdzono istotnych różnic w przeżywalności potomstwa hybrydowego w stosunku do tego jaki uzyskano w populacjach kontrolnych (1HA w stosunku do 1KA oraz 1HR w stosunku do 1KR). W doświadczeniu tym, hybrydowe osobniki rozwijające się z jaj złożonych przez samice, które pobrały spermatofor drugiego z gatunków, nie różniły się też istotnie pod względem uzyskanych proporcji płci w stosunku do potomstwa kontrolnego. Istotne różnice wystąpiły natomiast w przypadku porównania proporcji płci pomiędzy obiema populacjami hybrydowymi (1HA do 1HR), jak i kontrolnymi (1KA do 1KR). Wartości współczynnika proporcji płci różniły się w obrębie badanych gatunków szpecieli i były one istotnie wyższe zarówno dla hybrydowego potomstwa otrzymanego z samic P. adalius, jak i w kombinacji kontrolnej P. adalius, w porównaniu do dwóch analogicznych kombinacji P. resovius (Tabela 8).

Tabela 8. Porównanie przeżywalności i proporcji płci (średnia ± SE) uzyskanych w doświadczeniach z krzyżowaniem P. adalius i P. resovius

Doświadczenie I 1KA 1KR 1HA 1HR p-value

Przeżywalność ± SE 0,93 ± 0,02 ab* 0,81 ± 0,04 b 0,96 ± 0,01 a 0,84 ± 0,03 b 0,006 Proporcje płci ± SE 0,89 ± 0,01 a 0,80 ± 0,02 b 0,89 ± 0,01 a 0,80 ± 0,02 b 0,000

Doświadczenie II 2KA 2KR 2HA 2HR p-value

Przeżywalność ± SE 0,80 ± 0,03 a 0,62 ± 0,04 ab 0,48 ± 0,04 bc 0,30 ± 0,04 c 0,000 Proporcje płci ± SE 0,87 ± 0,02 a 0,83 ± 0,02 a 0,81 ± 0,04 a 0,98 ± 0,02 b 0,000

Doświadczenie III 3KA 3KR 3HA 3HR p-value

Przeżywalność ± SE 0,86 ± 0,03 a 0,88 ± 0,03 a 0,12 ± 0,01 b 0,02 ± 0,01 b 0,000 * – średnie oznaczone tą samą litera w poszczególnych wierszach nie różniły się istotnie

W doświadczeniu drugim, w którym badano te same zależności dla pokolenia F2, analiza wariancji wykazała istotny spadek przeżywalności osobników hybrydowych pochodzących od samicy P. adalius (2HA), w stosunku do osobników kontrolnych (2KA) tego gatunku oraz osobników hybrydowych pochodzących od samicy P. resovius (2HR), w stosunku do

98 osobników kontrolnych (2KR) tego gatunku (Tabela 8). Nie stwierdzono natomiast istotnych różnic przeżywalności w przypadku porównania kombinacji hybrydowych (2HA w stosunku do 2HR) jak i kontrolnych (2KA w stosunku do 2KR). W przypadku proporcji płci stwierdzono istotne różnice tylko w przypadku osobników hybrydowych pochodzących od samicy P. resovius (2HR), w której udział samic był istotnie wyższy w porównaniu do trzech pozostałych populacji (2KA, 2KR, 2HA).

W doświadczeniu trzecim określono przeżywalność męskiego potomstwa pokolenia (F2), rozwijającego się z jaj składanych przez niezaplemnione samice. W doświadczeniu tym stwierdzono istotne różnice przeżywalności samców, pochodzących od hybrydowych samic pokolenia F1, w stosunku do osobników kontrolnych (Tabela 8). Przeżywalność tego stadium była bardzo niska i wynosiła tylko 12% w przypadku samców pochodzących od hybrydowej samicy P. adalius (3HA) i zaledwie 2% samców pochodzących od hybrydowej samicy P. resovius (3HR). Nie stwierdzono natomiast istotnych różnic przeżywalności pomiędzy osobnikami hybrydowymi (3HA i 3HR) oraz kontrolnymi (3KA i 3KR). Wyniki badań jednoznacznie wskazują na możliwość międzygatunkowego pobierania spermatoforów przez samice P. adalius i P. resovius. W przypadku obu gatunków, samice te składały jaja, z których uzyskiwano zarówno żeńskie, jak i męskie osobniki o cechach pośrednich (Rysunek 23). W drugim pokoleniu, stwierdzono natomiast istotny spadek przeżywalności ich potomstwa (bariera post-zygotyczna).

Rysunek 23. Zdjęcie SEM hybrydowego osobnika (pokolenie F1) powstałego w wyniku krzyżowania P. adalius i P. resovius

100

5.1.3.3. Filogeneza gatunków zasiedlających róże ze szczególnym uwzględnieniem rodzaju Phyllocoptes

W przeprowadzonej analizie porównawczej fragmentu CO1 (mtDNA), której poddano 35 sekwencji nukleotydowych, badane populacje szpecieli reprezentowane były przez 12 haplotypów. Średnia liczba różnic między parami porównywanych sekwencji (włączając sekwencję grupy zewnętrznej, tzw. outgroup) wyniosła 22,9% (SE = 1,6%). Procentowe zróżnicowanie sekwencji nukleotydów wewnątrz populacji tego samego gatunku oraz pomiędzy grupami populacji reprezentującymi poszczególne gatunki przedstawiono w Tabeli 9. Największym zróżnicowaniem wewnętrznym odznaczały się populacje gatunku P. fructiphilus (10,1%), natomiast brakiem zróżnicowania populacje P. resovius, dla którego analizowane były tylko dwie sekwencje. Wszystkie gatunki odznaczały się monofiletyzmem, przy czym populacje P. fructiphilus układały się w dwóch, wyraźnie odrębnych kladach (Rysunek 24), dla których dystans wynosił aż 20,9% (SE = 2,1%). Zróżnicowanie międzygatunkowe osiągało najwyższe wartości w przypadku porównania gatunków C. schlechtendali i E. eremus (37,7%), najniższe natomiast w przypadku P. adalius i P. resovius (17,1%). Haplotypy występujące w badanych populacjach tworzyły siedem kladów (Rysunek 24) reprezentujących odrębne OTUs (ang. operational taxonomic units).

Tabela 9. Dystans genetyczny sekwencji nukleotydów (% ± SE) dla uzyskanych fragmentów CO1 (mtDNA) wewnątrz populacji tego samego gatunku (wytłuszczone) i pomiędzy grupami populacji reprezentującymi poszczególne gatunki

P. adalius P. resovius P. fructiphilus C. schlechtendali E. eremus P. adalius 1,2 (± 0,2) P. resovius 17,1 (± 1,8) 0,0 (± 0,0) P. fructiphilus 25,3 (± 2,0) 26,8 (± 2,1) 10,1 (± 0,9) C. schlechtendali 29,0 (± 2,5) 29,3 (± 2,4) 27,3 (± 2,1) 1,1 (± 0,3) E. eremus 34,9 (± 2,8) 36,3 (± 3,0) 32,9 (± 2,5) 37,7 (± 3,0) b.d.

W przeprowadzonej analizie porównawczej fragmentu D1D2 (28S rDNA), której poddano 34 sekwencji nukleotydowych zebrane z róż populacje szpecieli reprezentowane były przez 17 haplotypów. Średnia liczba różnic między parami porównywanych sekwencji (włączając sekwencję outgroup) wyniosła 6,1% (SE = 0,7%). Procentowe zróżnicowanie sekwencji nukleotydów wewnątrz populacji tego samego gatunku oraz pomiędzy grupami

101 populacji reprezentującymi poszczególne gatunki przedstawiono w Tabeli 10. Największym zróżnicowaniem odznaczały się populacje gatunku P. adalius (0,3%), brakiem zróżnicowania natomiast populacje P. resovius i P. fructiphilus. Zróżnicowanie międzygatunkowe osiągało najwyższe wartości w przypadku gatunków C. schlechtendali i P. adalius (11,6%), najniższe natomiast w przypadku P. adalius i P. resovius (1,3%). Wszystkie gatunki charakteryzowały się monofiletyzmem a sekwencje występujące w badanych populacjach tworzyły siedem kladów (Rysunek 25) reprezentujących odrębne OTUs.

Tabela 10. Dystans genetyczny sekwencji nukleotydów (% ± SE) dla uzyskanych fragmentów D1D2 (28S rDNA) wewnątrz populacji tego samego gatunku (wytłuszczone) i pomiędzy grupami populacji reprezentującymi poszczególne gatunki

P. adalius P. resovius P. fructiphilus C. schlechtendali P. adalius 0,3 (± 0,1) P. resovius 1,3 (± 0,5) 0,0 (± 0,0) P. fructiphilus 5,5 (± 1,1) 5,7 (± 1,1) 0,0 (± 0,0) C. schlechtendali 11,6 (± 1,7) 11,4 (± 1,7) 10,5 (± 1,6) 0,1 (± 0,1)

102

Rysunek 24. Wyniki analizy filogenetycznej (ML) fragmentu CO1 (mtDNA) pięciu gatunków szpecieli zasiedlających róże; przy węzłach podano procentowe wartości bootstrap

103

Rysunek 25. Wyniki analizy filogenetycznej (NJ) fragmentu D1D2 (28S rDNA) czterech gatunków szpecieli z róż; przy węzłach podano procentowe wartości bootstrap

104

5.1.3.4. Pokrewieństwo Phyllocoptes adalius i Phyllocoptes fructiphilus a występowanie RRV

Na podstawie pomiarów morfometrycznych stwierdzono, iż większość cech ilościowych P. adalius i P. fructiphilus jest zbliżona lub pokrywa się, a największe różnice występują w przypadku długości szczeciny 3a oraz nogi II (Tabela 11). Mimo małych różnic morfologicznych, oba gatunki są wyraźnie odrębne taksonomicznie, co poparte zostało wynikami badań molekularnych fragmentów DNA szpecieli.

Tabela 11. Porównanie cech morfologicznych Phyllocoptes adalius i Phyllocoptes fructiphilus

P. adalius P. fructiphilus P. adalius P. fructiphilus Charakterystyka (Keifer Fayetteville, Protogynne (Keifer 1940) samic 1939a) USA n=16 n=niezn. n=3 n=6 Długość ciała 206,2 - 274,5 150 - 180 195 - 251,9 140 - 170 Długość chelicer 16,4 - 17,9 28 rostrum - 32 rostrum Długość tarczy prodorsalnej 40,3 - 43,9 45 37,7 - 41,2 40 Szerokość tarczy prodorsalnej 47,5 - 55,8 47 43 - 47,8 40 Długość szczeciny sc 17,1 - 21,2 18 17,2 - 20,5 16 Odległość pomiędzy tuberkulami 21,3 - 26,8 17 19,2 - 22,5 20,5 szczecin sc Liczba pierścieni grzbietowych 55 - 61 55 - 60 53 - 62 55 Liczba pierścieni brzusznych 64 - 73 65 - 70 60 - 69 60 Długość szczeciny c2 24,1 - 34,7 32 21,9 - 29,9 21 Długość szczeciny d 46,5 - 65,1 41 34,3 - 56,6 46 Długość szczeciny e 34,6 - 58,4 26 39,5 - 48,3 32 Długość szczeciny f 24,6 - 34,6 26 24,1 - 28,7 25 Długość otworu genitalnego 11 - 14 12 13,6 - 15 14,5 Szerokość otworu genitalnego 20,9 - 24,7 24 19,8 - 22,4 23 Długość szczeciny 3a 41,4 - 58 26 28 - 38,5 32 Liczba linii na płytce genitalnej 9 - 11 6 - 8 6 - 9 6 - 7 Długość nogi I 30,5 - 34,8 35 30,1 - 33,3 33 Długość goleni I 7,7 - 9,1 9 7 - 7,9 8 Długość stopy I 6 - 8,1 8 6,2 - 7,6 8 Liczba promieni pazurka 5 - 6 6 5 5 pierzastego I Długość nogi II 30,2 - 32,6 32 26 - 28,2 29 Długość goleni II 4,8 - 6,5 6,5 4,8 - 5,4 5,5 Długość stopy II 6,8 - 8,2 7,5 7,1 - 7,7 8

105

W ramach realizacji celu dotyczącego możliwości występowania RRV w Polsce wykonano analizę materiału roślinnego pod kontem obecności tego wirusa. Badania te prowadzono na próbach pobranych z roślin posiadających symptom typowe dla RRD. W żadnej z prób zebranych w Polsce nie stwierdzono jednak występowania wirusa. Łącznie wykonano ponad 50 reakcji PCR, wykluczając w zebranym w Polsce w czasie prowadzonych badań faunistycznych materiale roślinnym obecności RRV. Dzięki wykonaniu kontroli wewnętrznej dla każdej z prób, przed właściwym PCR na obecność RRV sprawdzono jakość otrzymanego cDNA. Na Rysunku 26 przedstawiono wynik kontroli wewnętrznej (PCR ze starterami NADH), potwierdzający wysoką jakość uzyskanych matryc.

720 pz

Rysunek 26. Obraz po elektroforezie na 1,5% żelu agarozowym produktów RT-PCR uzyskanych ze starterami NADHFor/NADHRev. M – marker wielkości (1kb DNA Ladder – Thermo Fisher Scientific); 1–24 próby pochodzące z roślin róż; KN1 – kontrola negatywna RT; KP – kontrola pozytywna PCR; KN2 – kontrola negatywna PCR

Zastosowana metoda detekcji cechowała się ponadto bardzo dużą czułością. Potwierdzono również przydatność zastosowanego protokołu izolacji kwasów nukleinowych i stosowania kontroli wewnętrznej dla gatunków i odmian róż rosnących w Polsce. Na Rysunku 27 przedstawiono fotografie części z przebadanych roślin, na których w czasie prowadzonych badań faunistycznych zauważono objawy podobne do tych, opisywanych przy infekcji RRV. Na Rysunku 28 umieszczono fotografie krzewów i części pędów zainfekowanych RRV, które zebrano i przebadano z wynikiem pozytywnym w Katedrze Fitopatologii Uniwersytetu w Arkansas (2013 i 2014 rok).

106

Rysunek 27. Zdjęcia nietypowych objawów występujących na różach zebranych w Polsce, które poddano badaniu na obecność RRV (fot.: M. Lewandowski i T. Druciarek)

107

Rysunek 28. Zdjęcia symptomatycznych krzewów róż zainfekowanych RRV, wykonane w Fayetteville, Arkansas, USA (fot.: I. E. Tzanetakis i T. Druciarek)

108

5.2. BIOLOGIA GATUNKÓW WYSTĘPUJĄCYCH NA RÓŻACH W POLSCE

5.2.1. Wpływ temperatury na biologię Phyllocoptes adalius

5.2.1.1. Długość rozwoju i przeżywalność stadiów młodocianych

Długość rozwoju stadiów młodocianych w poszczególnych temperaturach przedstawiono w Tabeli 12 a ich przeżywalność w Tabeli 13. Długość rozwoju osobników młodocianych, począwszy od złożenia jaja do linienia w osobnika dorosłego, zmniejszał się wraz ze wzrostem temperatury w przedziale od 15 do 25 ºC. W temperaturze 30 ºC nie odnotowano natomiast istotnych różnic, w stosunku do temperatury 25 ºC. Taką samą zależność stwierdzono dla stadium larwy, natomiast w przypadku jaj odnotowano istotny wzrost wartości tego parametru również w najwyższej z badanych temperatur. W przypadku nimf nie odnotowano istotnej różnicy długości rozwoju pomiędzy temperaturą 20 i 25 ºC. W temperaturze 35 ºC nie obserwowano rozwoju osobników młodocianych, pomimo że samice hodowane w tej temperaturze były w stanie przeżyć i składać jaja, to z żadnego z ponad 30 jaj złożonych w tym okresie nie rozwinęła się larwa. Długość okresu rozwoju nie różniła się istotnie pomiędzy osobnikami, z których rozwijały się samice lub samce (p = 0.38) hodowane w temperaturze 25 ºC.

Tabela 12. Długość rozwoju stadiów młodocianych Phyllocoptes adalius w różnych temperaturach

Średnia długość (dni ± SE) Stadium rozwojowe n 15 ºC n 20 ºC n 25 ºC n 30 ºC Jajo 34 8,8 ± 0,2 d* 38 5,1 ± 0,1 c 62 3,3 ± 0,1 b 14 3,8 ± 0,2 a Larwa 28 3,8 ± 0,1 c 34 2,4 ± 0,1 b 57 1,6 ± 0,1 a 13 1,5 ± 0,2 a Nimfa 25 3,8 ± 0,1 c 32 2,0 ± 0,1 bc 56 1,8 ± 0,1 b 12 1,4 ± 0,2 a Jajo – dorosły 25 16,2 ± 0,2 c 32 9,5 ± 0,2 b 56 6,7 ± 0,1 a 12 6,8 ± 0,3 a Jajo – dorosły (samica) 19 16,4 ± 0,2 c 20 9,4 ± 0,2 b 41 6,8 ± 0,2 a 9 6,7 ± 0,3 a Jajo – dorosły (samiec) 6 15,5 ± 0,5 c 12 9,6 ± 0,3 b 15 6,5 ± 0,3 a 3 7,0 ± 0** * – średnie oznaczone tą samą litera w poszczególnych wierszach, nie różniły się istotnie ** – nie uwzględniono w analizie, ze względu na brak zróżnicowania między osobnikami

Najwyższą przeżywalność wykazywały formy młodociane rozwijające się w temperaturze 25 ºC, w przypadku której dorosłość osiągnęło ponad 86% osobników. 109

Całkowitą śmiertelność jaj zaobserwowano w temperaturze 35 ºC (nie uwzględnioną w analizach z powodu braku rozwoju jaj), natomiast w 30 ºC śmiertelność jaj wynosiła ponad 53% (Tabela 13). Proporcje płci obliczone na podstawie osobników hodowanych w temperaturze 25 ºC na dużych arenach wynosiły 0,82 (95% CI 0,77-0,86), a więc w optymalnych warunkach w populacji P. adalius na jednego samca przypada średnio 4,6 samicy. Proporcje płci (wyrażone, jako część jedności ♀/♀♂) obliczone dla osobników hodowanych w poszczególnych temperaturach przedstawiono w Tabeli 13.

Tabela 13. Przeżywalność stadiów młodocianych Phyllocoptes adalius oraz proporcje płci (wyrażone jako część jedności ♀/♀♂) uzyskane w temperaturze 15, 20, 25 i 30 ºC

Przeżywalność (%) Stadium rozwojowe n 15 ºC n 20 ºC n 25 ºC n 30 ºC Wyjściowa liczba jaj 38 - 41 - 65 - 30 - Jajo 34 89,5 38 92,7 62 95,4 14 46,7 Larwa 28 82,4 34 89,5 57 91,9 13 92,9 Nimfa 25 89,3 32 94,1 56 98,2 12 92,3 Jajo - dorosły 25 65,8 32 78,0 56 86,2 12 40,0 Proporcje płci (♀/♀♂) 0,83 0,63 0,82 0,75

5.2.1.2. Parametry reprodukcyjne i długość życia osobników dorosłych

Samice hodowane w temperaturze 25 i 30 ºC żyły krócej oraz miały istotnie krótszy okres owipozycji w stosunku do samic hodowanych w 15 i 20 ºC (Tabela 14). W optymalnych warunkach samice gatunku P. adalius są zdolne do złożenia około 40 jaj w ciągu całego swojego życia, przy czym istotnie niższą płodność obserwowano jedynie w najniższej temperaturze w stosunku do temperatury 20 i 25 ºC. Podobnie jak w przypadku długości życia samic, dzienna płodność była istotnie niższa w temperaturach 15 i 20 ºC w stosunku do dwóch pozostałych. Krzywe przeżywalności oraz płodności dziennej samic hodowanych w poszczególnych temperaturach przedstawiono na Rysunku 29. Obie krzywe wskazują na skracanie się okresu owipozycji oraz przeżywalności samic wraz ze wzrostem temperatury. Co ciekawe, w przypadku wszystkich badanych temperatur maksymalną dzienną płodność samice

110 osiągały w piątym dniu życia, jednak wraz ze wzrostem temperatury, rosła maksymalna wartość tego parametru.

Tabela 14. Średnia długość (dni ± SE) pre-owipozycji, owipozycji, post-owipozycji, długości życia, płodności całkowitej (liczba jaj/samicę ± SE) oraz płodności dziennej w okresie owipozycji (liczba jaj/samicę/dzień owipozycji ± SE) dla samic Phyllocoptes adalius hodowanych w różnych temperaturach

15 ºC 20 ºC 25 ºC 30 ºC

Pre-owipozycja 2,4 ± 0,2 c 2,2 ± 0,2 c 1,2 ± 0,1 b 0,2 ± 0,1 a Owipozycja 22,3 ± 2,6 b 21,4 ± 1,5 b 14,8 ± 1,3 a 12,2 ± 0,6 a Post-owipozycja 2,4 ± 0,5* 1,8 ± 0,5 1,3 ± 0,5 3 ± 0,5 Długość życia samic 27,1 ± 2,9 b 25,4 ± 1,4 b 17,3 ± 1,3 a 15,4 ± 0,8 a Płodność 29,6 ± 3,3 a 39,7 ± 3,3 b 39,4 ± 3,3 b 35,6 ± 3,3 ab Płodność/dzień owipozycji 1,4 a** 1,3 a 2,6 b 2,9 b * ze względu, że większość samic umierała po złożeniu ostatniego jaja, dane nie były analizowane statystycznie ** ze względu na brak rozkładu normalnego wewnątrz grup dane poddano transformacji (y=log(x)) i w związku z tym SE nie było liczone

lx mx lx mx 1 5 1 5 0,9 15 ºC lx 0,9 20 ºC lx 0,8 mx 4 0,8 mx 4 0,7 0,7 0,6 3 0,6 3 0,5 0,5 0,4 2 0,4 2 0,3 0,3 0,2 1 0,2 1 0,1 0,1 0 0 0 0 1 5 9 13 17 21 25 29 33 37 41 45 49 53 57 61 65 1 5 9 13 17 21 25 29 33 37 41 45 49 53 57 61 65 Dni życia Dni życia

lx mx lx mx 1 25 ºC 5 1 30 ºC 5 0,9 lx 0,9 lx 0,8 mx 4 0,8 mx 4 0,7 0,7 0,6 3 0,6 3 0,5 0,5 0,4 2 0,4 2 0,3 0,3 0,2 1 0,2 1 0,1 0,1 0 0 0 0 1 5 9 13 17 21 25 29 33 37 41 45 49 53 57 61 65 1 5 9 13 17 21 25 29 33 37 41 45 49 53 57 61 65 Dni życia Dni życia

Rysunek 29. Wpływ temperatury na przeżywalności (lx) oraz płodność dzienną (mx) samic Phyllocoptes adalius 111

5.2.1.3. Parametry demograficzne

Wartości parametrów demograficznych obliczone dla kohort hodowanych w różnych temperaturach przedstawiono w Tabeli 15. Najwyższymi wartościami tych parametrów cechowały się osobniki hodowane w temperaturze 25 ºC i były one istotnie wyższe dla wszystkich czterech parametrów w porównaniu do wartości uzyskanych w pozostałych temperaturach. Wartości wrodzonego tempa wzrostu populacji rosły wraz ze wzrostem temperatury w przedziale od 15 do 25 ºC, natomiast w temperaturze 30 ºC obserwowano spadek wartości w stosunku do temperatury 25 ºC. Taką samą zależność stwierdzono również w przypadku tempa zwielokrotnienia liczebności populacji. Wartości tempa reprodukcji netto nie różniły się istotnie w temperaturach 15 i 20 ºC, natomiast wartość tego parametru w temperaturze 30 ºC osiągnęła najniższa wartość w stosunku do pozostałych temperatur. Wartości średniego czasu rozwoju pokolenia malały wraz ze wzrostem temperatury i co ciekawe nie odnotowano tym razem zmiany tego trendu w temperaturze 30 ºC. Warto zaznaczyć, że dla temperatury 35 ºC parametry demograficzne nie zostały obliczone, gdyż temperatura ta okazała się letalna dla jaj składanych przez samice P. adalius.

Tabela 15. Porównanie wartości ± SE tempa reprodukcji netto (R0), średniego czasu trwania pokolenia

(T), wrodzonego tempa wzrostu (rm) oraz tempa zwielokrotnienia liczebności populacji (λ) dla Phyllocoptes adalius hodowanego w różnych temperaturach

15 ºC 20 ºC 25 ºC 30 ºC

R0 16,2 ± 2,03 b 19,5 ± 1,71 b 27,8 ± 2,71 c 10,7 ± 0,60 a T 32,4 ± 1,18 d 22,3 ± 0,71 c 15,8 ± 0,54 b 12,6 ± 0,15 a

rm 0,09 ± 0,003 a 0,13 ± 0,004 b 0,21 ± 0,05 d 0,19 ± 0,004 c λ 1,09 ± 0,003 a 1,14 ± 0,005 b 1,23 ± 0,007 d 1,21 ± 0,005 c Analizy wykonano dla α = 0,05

5.2.2. Porównanie parametrów reprodukcyjnych protogynnych i deutogynnych samic P. adalius

Codzienne obserwacje proto- i deutogynnych samic pozwoliły na określenie ich parametrów reprodukcyjnych, przedstawionych w Tabeli 16. Uzyskane wyniki wskazują na brak istotnych różnic w dziennej płodności samic protogynnych i deutogynnych oraz

112 w długości ich okresu postowipozycyjnego. Samice protogynne cechowały się dłuższym okresem owipozycji oraz dłużej żyły w stosunku do samic deutogynnych. Trzeba jednak zaznaczyć, że długość życia obu kohort samic liczona było od momentu złożenia pierwszego jaja i nie uwzględnia okresu zimowania samic deutogynnych. Samice protogynne składały ponadto w całym okresie owipozycji więcej jaj niż samice deutogynne. Proporcja płci w pokoleniu rozwijającym się z jaj złożonych przez zimujące samice wynosiła 0,84, natomiast w pokoleniu rozwijającym się z jaj złożonych przez samice protogynne 0,63.

Tabela 16. Średnia długość (dni ± SE) postowipozycji, owipozycji, długości życia, płodności całkowitej (liczba jaj/samicę ± SE), płodności dziennej w okresie owipozycji (liczba jaj/samicę/dzień owipozycji ± SE) oraz proporcje płci deutogynnych i protogynnych samic Phyllocoptes adalius

Samice deutogynne Samice protogynne p - value n = 23 n = 30

Postowipozycja 1,0 ± 0,48 1,8 ± 0,29 0,8789 Owipozycja 14,5 ± 1,50 21,4 ± 1,48 0,0022 Długość życia 15,5 ± 1,40* 23,6 ± 1,48 0,0003 Płodność całkowita 26,6 ± 3,36 39,7 ± 3,47 0,0100 Płodność/dzień życia 1,3 ± 0.11 1,5 ± 0,09 0.1042 Proporcje płci (♀/♀♂) 0,84 0,63 - *długość życia liczona była od momentu złożenia pierwszego jaja

Krzywe przeżywalności i płodności dziennej obu typów samic przedstawiono na Rysunku 30. Krzywa przeżywalności u obu grup samic ma podobny przebieg, z tą różnicą, że samice deutogynne zaczęły wcześniej umierać i żyły krócej. Maksymalna długość życia samic deutogynnych wynosiła 28 dni, natomiast protogynnych 40 dni. Inne są natomiast krzywe płodności obu grup samic. W przypadku samic protogynnych maksymalna płodność została osiągnięta już piątego dnia, po czym liczba ta stopniowo malała. Nieznaczny wzrost liczby składanych jaj przez samice obserwowano w ostatnich dniach życia samic. Natomiast w przypadku samic deutogynnych, maksymalna liczba składanych jaj przez samicę osiągnięta została dopiero 19 dni i po tym dniu obserwowany był gwałtowny spadek liczby składanych jaj w kolejnych 10 dniach.

113

lx mx lx samice deutogynne mx samice protogynne 1 lx 3 1 lx 3 0,9 mx 0,9 mx 0,8 0,8 0,7 2 0,7 2 0,6 0,6 0,5 0,5 0,4 0,4 0,3 1 0,3 1 0,2 0,2 0,1 0,1 0 0 0 0 1 5 9 13 17 21 25 29 33 37 41 1 5 9 13 17 21 25 29 33 37 Dni życia

Rysunek 30. Porównanie przeżywalności (lx) i płodności dziennej (mx) protogynnych i deutogynnych samic Phyllocoptes adalius

5.2.3. Wpływ zaplemnienia na płodność samic Phyllocoptes adalius

Wyniki badań dotyczących porównania parametrów reprodukcyjnych samic, które hodowane były w obecności samców lub bez nich (pozbawione możliwości pobierania spermatoforów), pozwoliły na obliczenie parametrów reprodukcyjnych tych dwóch kohort samic. Wykazano istotne różnice w płodności ogólnej oraz dziennej pomiędzy zaplemnionymi i niezaplemnionymi samicami P. adalius. Samice, które hodowano w parach z samcami, mające możliwość pobierania spermatoforów, składały istotnie więcej jaj niż samice izolowane od samców. W przypadku tych samic istotnie wyższa była również ich dzienna płodność. Wartości pozostałych parametrów reprodukcyjnych obu grup samic nie różniły się istotnie (Tabela 17). Krzywe przeżywalności zaplemnionych i niezaplemnionych samic maja podobny przebieg, natomiast widoczne są różnice przebiegu krzywych dziennej płodności (Rysunek 31). Samice niezaplemnione osiągnęły maksymalne wartości tego parametru w piątym dniu rozwoju, po czym nastąpił gwałtowny spadek jego wartości do 14 dnia. W kolejnych dniach obserwowano dalszy, stopniowy spadek wartości dziennej płodności. W przypadku samic zaplemnionych maksymalna wartość dziennej płodności odnotowana została w dniu ósmym, a od dnia 10 obserwowany był stopniowy spadek wartości tego parametru.

114

Tabela 17. Średnia długość pre-owipozycji, owipozycji, post-owipozycji i długości życia (dni ± SE), płodność całkowita (liczba jaj/samicę ± SE), płodność dzienna w okresie owipozycji (liczba jaj/samicę/dzień owipozycji ± SE) zaplemnionych i niezaplemnionych samic Phyllocoptes adalius

Zaplemnione samice Niezaplemnione samice p - value

Pre-owipozycja 1,2 ± 0,10 1,0 ± 0,10 0,16 Owipozycja 15,0 ± 1,30 13,2 ± 1,30 0,33 Post-owipozycja 1,07* 1,79 0,27 Długość życia samic 17,3 ± 1,17 16,6 ± 1,17 0,90 Płodność 39,4 ± 3,40 28,0 ± 3,40 0,022 Płodność/dzień życia 2,19 ± 0,13 1,77 ± 0,13 0,026 * ze względu na brak rozkładu normalnego wewnątrz grup dane poddano transformacji (y=log(x)) i w związku z tym SE nie było liczone

lx mx lx mx 1 4 1 4 Zaplemione lx Niezaplemione lx 0,9 0,9 mx mx 0,8 0,8 3 3 0,7 0,7 0,6 0,6 0,5 2 0,5 2 0,4 0,4 0,3 0,3 1 1 0,2 0,2 0,1 0,1 0 0 0 0 1 5 9 13 17 21 25 29 1 5 9 13 17 21 25 29

Rysunek 31. Porównanie przeżywalności (lx) i płodności dziennej (mx) zaplemnionych i niezaplemnionych samic Phyllocoptes adalius

5.2.4. Porównanie biologii trzech gatunków występujących na różach w Polsce

5.2.4.1. Długość rozwoju i przeżywalność stadiów młodocianych

Długość rozwoju stadiów młodocianych poszczególnych gatunków przedstawiono w Tabeli 18 a ich przeżywalność w Tabeli 18. W przypadku wszystkich gatunków najdłuższy czas rozwoju zaobserwowano dla stadium jaja. Osobniki młodociane P. adalius i P. resovius nie różniły się istotnie tempem rozwoju i osiągały stadium dorosłe szybciej niż osobniki młodociane gatunku C. schlechtendali. 115

Tabela 18. Porównanie długości rozwoju stadiów młodocianych Phyllocoptes adalius, Phyllocoptes resovius i Callyntrotus schlechtendali

Średnia długość (dni ± SE) Stadium rozwojowe n P. adalius n P. resovius n C. schlechtendali Jajo 62 3,3 ± 0,1 a 33 3,4 ± 0,1 a 32 4,3 ± 0,1 b Larwa 57 1,6 ± 0,1 a 31 1,7 ± 0,1 ab 28 1,9 ± 0,1 b Nimfa 56 1,8 ± 0,1 a 31 1,4 ± 0,1 b 19 2,0 ± 0,1 b Jajo – dorosły 56 6,7 ± 0,1 a 31 6,4 ± 0,2 a 19 8,0 ± 0,2 b Jajo – dorosły (samica) 41 6,8 ± 0,1 a 24 6,5 ± 0,2 a 10 8,2 ± 0,2 b Jajo – dorosły (samiec) 15 6,5 ± 0,3 a 7 6,0 ± 0,4 a 9 7,8 ± 0,4 b

Najwyższą przeżywalność cechowały się formy młodociane gatunku P. resovius, u którego stadium dorosłe osiągnęło ponad 91% osobników (Tabela 19). Najniższą wartość tego parametru zaobserwowano natomiast w przypadku gatunku C. schlechtendali, u którego formę dorosłą osiągnęło niecałe 58% osobników.

Tabela 19. Porównanie przeżywalności stadiów młodocianych (w procentach) oraz proporcji płci dla P. adalius, P. resovius i C. schlechtendali

Przeżywalność (%) Stadium rozwojowe n P. adalius n P. resovius n C. schlechtendali Wyjściowa liczba jaj 65 - 34 - 33 - Jajo 62 95,4 33 97,1 32 97,0 Larwa 57 91,9 31 93,9 28 87,5 Nimfa 56 98,2 31 100 19 67,9 Jajo - dorosły 56 86,2 31 91,2 19 57,6 Proporcje płci (♀/♀♂) 0,82 0,78 -

5.2.4.2. Parametry reprodukcyjne i długość życia osobników dorosłych

Wysoka śmiertelność osobników młodocianych C. schlechtendali, a także brak rozwoju jaj składanych przez samice wykorzystane w niniejszych badaniach spowodowały, że przeprowadzenie badań dotyczących parametrów reprodukcyjnych tego gatunku nie było możliwe. Badania takie przeprowadzono natomiast dla dwóch pozostałych gatunków. Co

116 ciekawe, w przypadku gatunków tych nie stwierdzono istotnych różnić wartości większości badanych parametrów reprodukcyjnych samic (Tabela 20). Tabela 20. Porównanie średniej długości (dni ± SE) pre-owipozycji, owipozycji, post-owipozycji, długości życia samic, płodności totalnej (liczba jaj/samicę ± SE), płodności dziennej (liczba jaj/samicę/dzień ± SE) oraz płodności dziennej w okresie owipozycji (liczba jaj/samicę/dzień owipozycji ± SE) dla P. adalius i P. resovius

P. adalius P. resovius p - value

Pre-owipozycja 1,2 ± 0,1 1,2 ± 0,1 0,789 Owipozycja 14,8 ± 1,1 14,9 ± 1,2 0,978 Post-owipozycja 1,3 ± 0,4 2,3 ± 0,4 0,836 Długość życia samic 17,3 ± 1,1 17,5 ± 1,2 0,885 Płodność 39,4 ± 3,4 47,1 ± 3,7 0,127 Płodność/dzień 2,2 ± 0,1 2,7 ± 0,1 0,006 Płodność/dzień owipozycji 2,6 ± 0,1 3,2 ± 0,1 <0,001

Porównanie krzywych przeżywalności oraz płodności dziennej dla samic obu gatunków przedstawiono na Rysunku 32. Krzywe przeżywalności badanych gatunków maja nieco inny przebieg. W przypadku P. adalius, już w czwartym dniu odnotowano śmiertelność pierwszych samic, podczas gdy u P. resovius samice zaczęły umierać dopiero dziewiątego dnia. Następnie u obu gatunków obserwowano stopniowy spadek przeżywalności samic aż do 30 dnia, kiedy to zdechła ostatnia samica P. adalius. Po tym dniu u P. resovius odnotowano jeszcze żywe samice, które żyły do 36 dnia. Również krzywe płodności maja inny przebieg dla tych dwóch gatunków. Oba gatunki osiągnęły maksymalna płodność w podobnym czasie, jednak wartości tego parametru były wyższe u P. resovius. Gatunek ten cechował się również dłuższym okresem składania jaj.

lx mx lx mx 1 5 1 5 lx lx 0,9 P. adalius 0,9 P. resovius mx mx 0,8 4 0,8 4 0,7 0,7 0,6 3 0,6 3 0,5 0,5 0,4 2 0,4 2 0,3 0,3 0,2 1 0,2 1 0,1 0,1 0 0 0 0 1 5 9 13 17 21 25 29 33 37 1 5 9 13 17 21 25 29 33 37

Rysunek 32. Porównanie przeżywalności (lx) i płodności dziennej (mx) samic Phyllocoptes adalius i Phyllocoptes resovius 117

5.2.4.3. Porównanie parametrów demograficznych Phyllocoptes adalius i Phyllocoptes resovius

Wartości parametrów demograficznych obliczone dla obu gatunków hodowanych w temperaturze 25 ºC przedstawiono w Tabeli 21. Zarówno P. adalius jak i P. resovius cechowały się wysokimi wartościami tych parametrów, przy czym gatunek P. resovius odznaczał się istotnie wyższym wrodzonym tempem wzrostu (rm) oraz tempem zwielokrotnienia liczebności populacji (λ).

Tabela 21. Parametry demograficzne gatunków Phyllocoptes adalius i Phyllocoptes resovius (wartości ± SE)

P. adalius P. resovius p - value

R0 27,8 ± 2,71 33,8 ± 2,23 0,091 T 15,8 ± 0,54 15,3 ± 0,40 0,418

rm 0,21 ± 0,005 0,23 ± 0,005 0,005 λ 1,23 ± 0,007 1,26 ± 0,006 0,005

118

6. DYSKUSJA

6.1. FAUNISTYKA I TAKSONOMIA SZPECIELI ZASIEDLAJĄCYCH RÓŻE W POLSCE

W obrębie rodzaju Rosa znajduje się obecnie około 150 gatunków rozprzestrzenionych głównie na północnej półkuli, a także dziesiątki tysięcy odmian uprawianych na całym świecie (De Vries i Dubois 1996; Gu i Robertson 2003). Róże zaliczane są do jednych z najważniejszych ekonomicznie roślin ozdobnych, roczna wartość produkcji róż uprawianych na kwiaty cięte na świecie szacowana jest na około 30 miliardów dolarów (Hoy 2013). Pomimo tak dużego znaczenia gospodarczego tych roślin, fauna szpecieli na różach nie była do tej pory kompleksowo badana. Doniesienia literaturowe z tego zakresu dotyczą głównie opisów pojedynczych gatunków i nie zawierają informacji na temat parametrów zasiedlania róż przez te groźne szkodniki. Do tej pory, 18 gatunków szpecieli zasiedlających róże uznawanych jest za gatunki ważne z punktu widzenia taksonomii, do tego opisano jeszcze pięć gatunków (C. granulatus, P. rosarum, P. slinkardensis, R. rosarum, E. rosarum) uznawanych obecnie za synonimy (Amrine i Stasny 1994, 1996). Do tej listy należy doliczyć jeszcze dwa nowe dla wiedzy gatunki opisane w trakcie prowadzonych do niniejszej pracy badań: E. eremus i P. resovius. Pierwszy z gatunków znaleziony został w Izraelu na nieznanej odmianie róży ozdobnej rosnącej na klombie miejskim w mieście Hajfa. Gatunek ten wykazuje pewne podobieństwo w urzeźbieniu tarczy prodorsalnej do gatunku E. rosae (Mohanasundaram 1981), który również zasiedla róże. Jednakże oba gatunki mogą być łatwo rozróżnione na podstawie ogólnej długości ciała (E. eremus 156–214, E. rosae 230–240); płytki genitalnej nowego gatunku z granulowaną podstawą i tylko 2–5 zakrzywionymi, skośnymi liniami w tylnej jej części (E. rosae 12 pionowych linii); oraz gładką powierzchnią płytki koksogenitalnej nowego gatunku (urzeźbiona u E. rosae). Oba gatunki różni również liczba pierścieni na opistosomie (E. eremus 62–69, E. rosae 95), długość szczeciny 3a (E. eremus 7–10, E. rosae 30) oraz długość szczeciny e (E. eremus 9–14, E. rosae 25). Ponadto, E. eremus w przeciwieństwie do E. rosae nie posiada tuberkul oraz szczecin h1. Gatunki te różnią się również sposobem życia. E. rosae jest gatunkiem wolnożyjącym, natomiast nowy gatunek zasiedla paki i nasady ogonków liściowych, co jest typowe dla gatunków żyjących w schronieniach (ang. refuge-seeking). E. eremus wykazuje również pewne podobieństwo morfologiczne w stosunku do gatunku E. rhodites (Nalepa 1914). Jednakże opis gatunku E. rhodites wykonany ponad sto lat temu jest 119 mało precyzyjny i nie zawiera rysunków, co nie pozwala na dokładne porównanie obu gatunków. Niemniej jednak, cechy takie jak kształt ciała, urzeźbienie płytki genitalnej (gładka u E. rhodites i z 2–5 zakrzywionymi liniami u E. eremus) oraz tarczy prodorsalnej wyraźnie różnicują oba gatunki. Zgodnie z opisem wykonanym przez Alfreda Nalepę, urzeźbienie tarczy E. rhodites składa się z linii biegnących od przodu tarczy do jej środka, a następnie zakręcających do bocznych krawędzi i ponownie do tuberkul szczecin sc. Dodatkowe linie w przedniej części tarczy występują w przypadku gatunku E. rhodites i linie te rozgałęziają się w środkowej części tarczy. Istotną cechą pozwalającą na rozróżnienie obu gatunków jest również sposób ich życia (zajmowane siedlisko), E. rhodites jest gatunkiem wolno żyjącym, E. eremus natomiast, gatunkiem żyjący w schronieniach. Phyllocoptes resovius znaleziony w uprawie szklarniowej w okolicach Rzeszowa jest drugim po C. schlechtendali gatunkiem zasiedlającym róże, który wytwarza woskowe wydzieliny pokrywające ciało tych szpecieli. Należy jednak zaznaczyć, że urzeźbienie tarczy prodorsalnej, kształt mikroguzków oraz ich ułożenie na opistosomie, jak również sam kształt wydzielin woskowych wyraźnie różnicuje te dwa gatunki. P. resovius jest morfologicznie zdecydowanie bardziej podobny do gatunku P. adalius, który również zasiedla róże (Keifer 1939a). Urzeźbienie tarczy prodorsalnej, jak również większość cech diagnostycznych tych dwóch gatunków jest niemal identyczna, jednakże P. resovius może być w prosty sposób odróżniony od P. adalius na podstawie cech jakościowych, takich jak ułożenie i kształt mikroguzków na opistosomie oraz zdolności wydzielania wosków, której nie posiada P. adalius. U P. resovius mikroguzki ułożone są w czterech rzędach wzdłuż całej opistosomy, dwa wewnętrzne rzędy zbudowane są z większych, a dwa zewnętrzne z mniejszych mikroguzków, pozostałe mikroguzki rozmieszczone są nieregularnie. W przypadku gatunku P. adalius wszystkie mikroguzki są małe i rozmieszczone nieregularnie na opistosomie. Ponieważ gatunek ten znaleziono w szklarniowej uprawie róż w Polsce, może on w przyszłości odgrywać duże znaczenie w produkcji ciętych kwiatów róż. W trakcie prowadzonych badań na różach w Polsce stwierdzono trzy gatunki, oprócz wspominanego już P. resovius były to jeszcze C. schlechtendali i P. adalius. C. schlechtendali zasiedlał wyłącznie róże gruntowe, zarówno rodzime gatunki rosnące na stanowiskach naturalnych, jak również odmiany uprawne rosnące w parkach i ogrodach. Jego liczebność na roślinach była jednak stosunkowo niska. W trakcie prowadzonych badań nie stwierdzono by zagęszczenie tego gatunku było większe niż kilkanaście osobników na liść, a jego żerowanie nie powodowało poważniejszych uszkodzeń. Gatunek ten odnotowany był w Polsce w 1961 roku w Babiogórskim Parku Narodowymi na

120

Rosa canina (Boczek 1964) oraz w 2009 i 2010 roku na tym samym gatunku oraz różach ogrodowych, gdzie podobnie jak w przypadku niniejszych badań współwystępował z P. adalius. Co ciekawe kilkanaście osobników stwierdzono na Helu, na róży pomarszczonej (R. rugosa) (Bocian 2011). Zgodnie z doniesieniami literaturowymi, oprócz Europy jego obecność odnotowano również w Azji oraz w USA (de Lillo i Amrine, niepublikowana baza danych). Za gatunek powszechnie występujący w Polsce można obecnie uznać P. adalius. Zasiedlał on róże na 23% badanych w naszym kraju stanowisk, a jego zagęszczenie osiągało nawet 4 300 osobników na liść w przypadku róż rosnących w gruncie (Warszawa, Park Saski, R. hybrida L.) oraz ponad 7 000 w przypadku uprawy szklarniowej (Jabłonna, R. hybrida L. ‘Duet’). Tak wysoka liczebność, zwłaszcza w warunkach naturalnych, wskazuje na duży potencjał rozwojowy tego gatunku, co wpływa na jego znaczenie, jako gatunku szkodliwego. Szpeciele te żerując na różach powodowały przebarwienia i deformacje liści, zahamowanie rozwoju pąków, drewnienia skórki pędów oraz powstawanie drobnych plamek na płatkach kwiatów. Wielokrotnie obserwowano również deformacje pędów, lub tworzenie się nadmiernej liczby kolców oraz inne symptomy przypominające te, powodowane przez RRV. Duże znaczenie P. adalius jako szkodnika róż obserwowano dopiero w ostatnich latach, mimo że szkodnik ten stwierdzony został w Polsce już w 1968 roku. Osobniki tego gatunku zebrane wówczas zostały z Rosa canina rosnącej na stanowisku naturalnym (Boczek 1969) i dopiero w 2009 roku odnotowano jego występowanie w szklarni (Łabanowski 2009). Niestety, w literaturze brakuje innych doniesień dotyczących jego występowania na różach szklarniowych, zarówno w Polsce jak i w innych krajach. W trakcie realizacji niniejszych badań P. adalius stwierdzony został w ośmiu spośród dziewięciu przebadanych szklarni. Z rozmów prowadzonych z producentami wynika, że objawy jego żerowania mylone były z reakcją roślin na pestycydy, co prawdopodobnie było powodem braku zgłoszeń od producentów o występowaniu szkodnika. Można również przypuszczać, że wzrost częstości występowania i liczebności P. adalius związany był z redukcją stosowania środków ochrony roślin, poprzez wprowadzanie do ochrony róż organizmów pożytecznych. Dobroczykowate powszechnie wykorzystywane są do ochrony róż przed przędziorkami, a także mączlikami i wciornastkami (Nicetic i in. 2001; Casey i Parella 2005; Casey i in. 2007), jednak brak jest doniesień o możliwości wykorzystanie tych drapieżców do zwalczania P. adalius. Dane literaturowe wskazują, że szpeciele mogą być alternatywnym pokarmem dla dobroczynków. Niektóre gatunki tych drapieżców przechodzą pełny cykl rozwojowy na tej diecie, jednak ich rozwój jest

121 wówczas wolniejszy, a płodność ograniczona (Van Leeuwen i in. 2009). Potwierdzają to badania prowadzone przez Momen i Abdel-Khalek (2008) na gatunkach Amblyseius swirskii (Athias Henriot) oraz Thyplodromus athiasae, którym podawano jako pokarm szpeciele gatunku A. lycopersici. Można więc przypuszczać, że drapieżcy ci korzystają ze szpecieli tylko w przypadku braku pokarmu głównego, co w połączeniu z ograniczonym stosowaniem środków ochrony roślin w uprawach róż sprawiło, że szpeciele nabrały ostatnio dużego zbaczania jako szkodniki tych upraw. Występowanie gatunku P. adalius zostało odnotowane w Europie, Azji oraz Ameryce Północnej, głównie w USA. W kraju tym P. adalius nie jest jednak uznawany za najważniejszego szkodnika róż wśród szpecieli, ponieważ duże większe szkody wyrządza tam P. fructiphilus. Oba gatunki cechują się dużym podobieństwem, co sprawia iż niektórzy autorzy sygnalizowali możliwość błędnej identyfikacji obu gatunków (Jesse 2006). Taki błąd może być bardzo istotny, zwłaszcza przy identyfikowaniu potencjalnych wektorów RRV na zasiedlonych przez te gatunki roślinach (Oldfield 1970). Oba gatunki są bardzo podobne morfologicznie i mogą być rozróżnione jedynie na podstawie drobnych różnic w urzeźbieniu tarczy grzbietowej: linie na tarczy P. fructiphilus są bardziej wyraźne i nieco liczniejsze niż na tarczy P. adalius. Kluczowymi cechami diagnostycznymi różnicującymi oba gatunki, są dwie krótkie linie występujące w około 2/3 długości linii medialnej, łączące ją z liniami admedialnymi. Linie te są skierowane ku przodowi tarczy w przypadku gatunku P. fructiphilus, natomiast u gatunku P. adalius są one prostopadłe do linii medialnej lub skierowane nieznacznie ku tylnej krawędzi tarczy. Ponadto trzy dodatkowe krótkie linie zlokalizowane przy obu bocznych krawędziach tarczy występują jedynie u gatunku P. fructiphilus. Interesującą cechą dodatkową, pozwalającą na rozróżnienie obu gatunków, jest ich relacja z rośliną żywicielską. P. fructiphilus zasiedla przede wszystkim pąki kwiatowe, podstawy ogonków liściowych, podstawy płatków, jak również same owoce róż - wokół nasion (Keifer 1940). Phyllocoptes adalius jest natomiast gatunkiem zasiedlającym głównie dolną powierzchnie blaszek liściowych, wykazującym cechy typowe dla gatunku wolnożyjącego (Baker i in. 1996). Jednakże w przypadku dużej liczebności populacji P. adalius był odnotowywany i może licznie występować również na górnej stronie liści jak również u podstawy ogonków liściowych, wewnątrz kwiatów i pąków kwiatowych, niemniej jednak nigdy nie stwierdzono go wewnątrz owoców róż (opublikowano w Druciarek i in. 2014). Pierwsze doniesienia na temat P. adalius w Europie pochodzą z Finlandii, gdzie na podstawie osobników zebranych w Merimasku (Finlandia) z R. caesia, Liro (1943) opisał go

122 jako odrębny gatunek – E. rosarum. Gatunek ten został następnie przeniesiony do rodzaju Phyllocoptes przez Roivainen (1951). Wreszcie Amrine i Stasny (1996), biorąc pod uwagę bliskie podobieństwo morfologiczne P. rosarum i P. adalius synonimizowali oba gatunki, uznając w ten sposób E. rosarum za młodszy synonim P. adalius. Biorąc pod uwagę te doniesienia, porównano osobniki pochodzące z Polski z tymi zebranymi w typowej lokalizacji gatunku P. rosarum. Wyniki analizy zmiennych kanonicznych w przedstawionym badaniu wykazały, że osobniki zebrane w Finlandii były morfologicznie podobne do polskich populacji P. adalius. Ponadto, zakresy wartości cech morfologicznych w populacjach z obu krajów (w tym pobranych z lokalizacji typowej P. rosarum) pokrywały się również z wartościami podanymi przez Keifer (1939), Liro (1943) oraz Roivainen (1951). Obserwacje wykonane w ramach niniejszych badań potwierdzają więc zasadność synonymizacji dokonanej przez Amrine i Stasny (1996). Pomimo faktu, że występowanie P. adalius było odnotowane w kilku krajach, literatura dotycząca biologii tego gatunku jest bardzo uboga. Roivainen (1951), jako pierwszy zasugerował możliwość występowania deutogynnych form samic u tego gatunku, co później zostało potwierdzone przez Baker i in. (1996). Autorzy nie podali jednak pełnego opisu deutogynnych samic i wymienili jedynie jakościowe cechy morfologiczne, takie jak urzeźbienie tarczy prodorsalnej i gładkie pierścienie grzbietowe, jako pozwalające na rozróżnienie obu form. Obserwacje poczynione w trakcie naszych badań potwierdzają przydatność tych właśnie cech w rozróżnianiu protogynnych i deutogynych samic P. adalius, a także wskazują, że oba typy samic trudno odróżnić za pomocą cech ilościowych. Pomimo, że deutogynne samice były nieco krótsze niż protogynne i miał mniej pierścieni brzusznych oraz krótsze szczeciny sc, to jednak te same cechy odpowiedzialne są za zmienność pomiędzy poszczególnymi populacjami P. adalius. Zatem deutogynne i protogynne samice P. adalius można odróżnić jedynie na podstawie cech jakościowych, takich jak: stopień urzeźbienia tarczy prodorsalnej i kształt mikroguzków na pierścieniach grzbietowych szpecieli. Uzyskane wyniki są rozbieżne z badaniami Soiki i Kozaka (2011, 2013), którzy wykazali przydatność cech ilościowych w rozróżnianiu form samic u czterech gatunków szpecieli występujących na lipach (Tilia spp.). Autorzy ci dowodzą, że zarówno protogynne jak i deutogynne samice tych gatunków wykazują wyraźnie zauważalne różnice w liczbie grzbietowych pierścieni, położenia szczecin d, długość szczecin e i 3a, odległość między tuberkulami szczecin 3a oraz długość i urzeźbienia tarczy prodorsalnej. Podobne wyniki uzyskał w swoich badaniach również Kozłowski (1998), który porównał cechy wolno żyjących gatunków szpecieli występujących

123 na różnych odmianach jabłoni. W badaniach tych długość i szerokości ciała a także liczby pierścieni na opistosomie były cechami wyraźnie odróżniającymi protogynne i deutogynne samice Aculus schlechtendali (Nalepa). Na chwilę obecną znanych jest około 150 gatunków szpecieli u których zauważono występowanie złożonego cyklu życiowego (E. de Lillo & J. Amrine, nieopublikowane bazy danych), a stopień zróżnicowania pomiędzy protogynnymi i deutogynnymi samicami jest zmienny i zależny od gatunku. U niektórych gatunków polimorficzne samice mogą być identyfikowane na podstawie niewielu cech, tak jak u Trisetacus kirghisorum Szewczenko, u którego jedynie rozmiary ciała i liczba pierścieni na opistosomie różnicuje protogynne i deutogynne samice (De-Millo 1967). Jednak u innych gatunków różnice morfologiczne pomiędzy obiema formami samic mogą być bardziej oczywiste, co niejednokrotnie powodowało zamieszanie w taksonomii opartej na morfologii. Prowadziło to do klasyfikowania obu form samic jako odrębnych gatunków zaliczanych nawet do różnych rodzajów, co miało miejsce np. dla Calepiterimerus vitis (Nalepa), występującego na winogronach. Deutogynne samice tego gatunku początkowo zostały zidentyfikowane jako Phyllocoptes, natomiast protogynne zostały po raz pierwszy opisane jako Epitrimerus, a później jako Calepitrimerus (Duso i de Lillo 1996). Na podstawie przeprowadzonych w ramach niniejszej pracy badań, należy zaklasyfikować P. adalius do grupy gatunków, u których obie formy samic są podobne i mogą być rozróżnione jedynie na podstawie cech jakościowych. Tego rodzaju różnice w przypadku szpecieli mogą nie zawsze być łatwo widoczne. Bez wątpienia badania dotyczące cyklu życiowego dowolnych szkodników, w tym szpecieli umożliwiają lepsze poznanie biologii gatunków, stanowiącej podstawę podejmowania właściwych decyzji w ochronie roślin (Manson i Oldfield 1996). Prowadząc badania faunistyczne prezentowane w niniejszej pracy, w jednej ze szklarni w Polsce stwierdzono współwystępowanie dwóch gatunków szpecieli. Analiza zebranego materiału wykazała, że były to P. adalius oraz nowy dla wiedzy gatunek, P. resovius. Wśród osobników typowych dla obu gatunków stwierdzono ponadto występowanie form pośrednich, posiadały one cechy obu gatunków i okazały się ich hybrydami. Mimo różnych barier (pre- i post-zygotycznych), które izolują rozrodczo populacje szpecieli na roślinach (Skoracka 2008), zjawisko hybrydyzacji międzygatunkowej u tej grupy zwierząt nie było do tej pory badane. Hybrydyzacja międzygatunkowa jest naturalnym zjawiskiem występującym w przyrodzie i polega na tym, że z komórek osobników o różnym genotypie, powstaje osobnik potomny (Brzeziński 2010). Fenomen hybrydyzacji wśród zwierząt swobodnie występujących w naturze

124 jest słabiej zbadany niż w przypadku roślin, tym niemniej wśród ptaków (najlepiej zbadana pod tym względem grupą zwierząt) ocenia się, że 9 do 16% gatunków hybrydyzuje (Grant i Grant 1992; Dowling i Secor 1997). Wielu badaczy tradycyjnie uważa hybrydyzację, za ,,ślepą uliczkę ewolucji”, ponieważ powstałe mieszańce są często sterylne, lub wykazują obniżony wigor oraz płodność, a ich dostosowanie do zmieniających się warunków jest zazwyczaj niższe niż u osobników rodzicielskich (Mayr 1992). Z drugiej zaś strony zastosowanie metod molekularnych w badaniach populacyjnych i filogenetycznych dowodzi, że zjawisko hybrydyzacji pozostaje w ścisłym związku z wieloma radiacjami adaptatywnymi zwierząt, a więc procesami rozprzestrzenienia się jednolitej grupy organizmów o wspólnym pochodzeniu do różnych nisz ekologicznych, wpływając na tempo i kierunek ich ewolucji (Doolittle 1999; Rivera i Lake 2004; Grant i in. 2005). Obecnie szacuje się, że 25% wszystkich gatunków roślin i 10% gatunków zwierząt (głównie najmłodszych ewolucyjnie) hybrydyzuje z innymi gatunkami, a ich pula genowa podlega długofalowej introgresji, polegającej na inwazji obcego materiału genetycznego i wbudowywaniu go we własny genom (Mallet 2005). Występowanie osobników o cechach pośrednich w sympatrycznych populacjach P. adalius i P. resovius wzbudziło wątpliwość na temat słuszności wyznaczenia P. resovius jako nowego gatunku. Biorąc pod uwagę, że osobniki hybrydowe cechują się zwykle obniżoną płodnością, bądź też całkowitą sterylnością, a także zmniejszonym wigorem (De Boer i Veerman 1983; Brzeziński 2010), wykonano krzyżowania obu gatunków w celu oceny płodności i przeżywalności w dwóch kolejnych pokoleniach hybryd. W pierwszym pokoleniu nie zaobserwowano występowania barier pre i post-zygotycznych. Populacje hybrydowe nie różniły się pod względem przeżywalności oraz proporcji płci w stosunku do populacji kontrolnych. Barierę post-zygotyczną zaobserwowano natomiast w pokoleniu F2 i co ciekawe uzyskane wyniki wskazują, że w przypadku potomstwa samczych hybryd F1 wywodzących się od samicy P. resovius i pobierających spermę samców P. resovius, zaobserwowano zwiększony udział samic w populacji. W grupie tej samce osiągały stadium dorosłe tylko sporadycznie i być może jest to związane z niższą przeżywalnością męskiej linii osobników młodocianych w tej grupie. Hybrydowe samce pokolenia F2, uzyskane z hybrydowych samic pokolenia F1, wykazywały najniższą przeżywalność, świadczącą o dużym znaczeniu bariery post-zygotycznej. W wyniku przeprowadzonych doświadczeń udowodniono, że pomiędzy P. adalius i P. resovius następuje swobodny przepływ genów, świadczący o bliskim pokrewieństwie obu gatunków. To właśnie powstanie pierwszego, hybrydowego pokolenia (F1) u krzyżujących się

125 gatunków zwierząt jest według Mallet (2005) najtrudniejsze. Może o tym świadczyć stosunkowa rzadkość występowania takich osobników w naturze. Podstawowym powodem takiego stanu rzeczy jest kojarzenie selektywne (ang. asortative mating) występujące u większości blisko spokrewnionych, sympatrycznych gatunków zwierząt (Coyne i Orr 1997; Price i Bouvier 2002). Polega ono na tym, że osobniki dobierają sobie partnera bliskiego fenotypowo, a więc zwykle należącego do tego samego gatunku (Crow i Kimura 1970). Kiedy jednak pokolenie F1 powstaje oraz ma odpowiednią żywotność i płodność, krzyżowanie wsteczne z jednym z gatunków rodzicielskich jest już znacznie prostsze, zakładając addytywne odziedziczenie przez to pokolenie selektywności co do wyboru partnera, jak i cech fenotypowych, które stanowią podstawę takiego wyboru. Bariera genetyczna do powstania kolejnego pokolenia zostaje tym samym zmniejszona o połowę (Mallet 2005). W swoich badaniach na motylach (Mallet i in. 1998; Naisbit i in. 2003; Descimon i Mallet 2009) udowadniają, iż znacznie łatwiejsze jest krzyżowanie hybryd F1, niż samo ich otrzymanie. Nawet przy obniżonej płodności i żywotności, w następnych pokoleniach mieszańców ograniczony przepływ genów wciąż jest możliwy i bardzo prawdopodobny. Większość osobników powstałych z krzyżowania wstecznego hybryd z gatunkiem rodzicielskim jest praktycznie nie do odróżnienia morfologicznie od osobników rodzicielskich. Dlatego też stosunkowa rzadkość spotykania hybryd w naturze, może w prosty sposób wynikać z ich niedoszacowania (Naisbit i in. 2003).

W wyniku arrenotokii występującej u szpecieli, samica pokolenia F0, która wykorzystuje spermę od heterospecyficznego samca, produkuje zarówno osobniki hybrydowe (samice), jak i nie hybrydowe (samce), czyniąc to zjawisko jeszcze bardziej unikatowym u tej grupy zwierząt. Czy fakt ten może wpływać na łatwiejsze pokonanie barier post-zygotycznych w następnych pokoleniach, krzyżujących się niejako wstecznie - hybrydowych samic ze swoimi „braćmi”, jest kwestią wymagającą dalszych badań. Fenton i in. (2000) sugerują, iż ze względu na arrenotokię selekcja prowadzi do szybszej eliminacji kolejnych, mniej płodnych, hybrydowych już pokoleń samców szpecieli z populacji, autorzy nie przytaczają jednak żadnych wyników badań popierających ich hipotezę. Fakt hybrydyzacji dwóch siostrzanych gatunków szpecieli może ponadto świadczyć o ich niedawnej specjacji. Choć znane są gatunki stosunkowo dawno rozdzielone ewolucyjnie i które mimo wszystko nadal hybrydyzują, przyjmuje się, iż częstotliwość hybrydyzacji maleje wraz ze wzrostem dystansu genetycznym pomiędzy gatunkami, a tym samym, czasem jaki upłynął od separacji taksonów (Arnold 1997; Coyne i Orr 1997; Edmands 2002; Price i Bouvier

126

2002; Mallet 2005). W swoich badaniach nad galasotwórczymi gatunkami szpecieli z porzeczek (Ribes L.), Fenton i in. (2000) dowodzą, że specjacja od wspólnego przodka siedmiu siostrzanych gatunków Cecidophyopsis sp. występujących na tych roślinach rozpoczęła się ok. 2 mln lat temu i nie była skorelowana ze specjacją żywicieli (dziesięciu gatunków porzeczek analizowanych w badaniu). Autorzy uznali, iż na podstawie analizy molekularnej regionu ITS (rDNA) szpecieli, poszczególne blisko spokrewnione i sympatryczne (zebrane z tego samego terenu) gatunki nie hybrydyzowały, ponieważ nie stwierdzono form pośrednich fragmentu ITS dla badanych populacji oraz pojedynczych osobników (Fenton i in. 2000). Przedmiotem ich pracy nie było jednak sprawdzenie czy samice poszczególnych gatunków są w stanie pobierać spermatofory heterospecyficznych samców i wydawać samicze potomstwo. Skoracka (2008) badała bariery reprodukcyjne i możliwość hybrydyzacji u ras żywicielskich Abacarus hystrix (Nalepa). Do badań użyto osobników tego gatunku z populacji występujących tylko na perzu właściwym (Elymus repens (L.)) lub na życicy trwałej (Lolium perenne L.) oraz trzech rodzajów liści roślin (perzu, życicy lub pszenicy), stosowanych na areny hodowlane. W przypadku obu populacji stwierdzono występowanie barier pre-zygotycznych, skutkujących: (a) zupełnym brakiem płodności samic hodowanych z heterospecyficznymi samcami na „niekompatybilnej” dla samicy roślinie, lub (b) produkcją tylko samców, w przypadku gdy roślina była „niekompatybilna” dla samców. W przypadku hodowli na pszenicy zauważono asymetrię w powstających barierach. Pomiędzy samicami z perzu i samcami z życicy występowała bariera pre-zygotyczna, skutkująca produkcją tylko samców, natomiast odwrotna krzyżówka (samica z życicy i samiec z perzu) skutkowała produkcją potomstwa obu płci, jednakże w obu przypadkach wciąż o znacznie obniżonej przeżywalności (bariera post-zygotyczna). Zjawisko tego typu asymetrii jest dość częste w przypadku hybrydyzacji międzygatunkowej. Niesymetryczna, interspecyficzna sterylność sprawia, że skrzyżowanie samicy jednego gatunku z samcem drugiego prowadzi do powstania płodnego potomstwa, podczas gdy krzyżowanie w odwrotną stronę, skutkuję jego sterylnością (Wirtz 1999; Turelli i Moyle 2007; Lowry i in. 2008). Późniejsze badania nad różnymi populacjami A. hystrix dowiodły, iż jest on w rzeczywistości kompleksem blisko spokrewnionych, kryptycznych gatunków (Skoracka i Dabert 2010). Hybrydyzacja międzygatunkowa była w nieco większym stopniu badana u przędziorków (np. Attwa i in. 2011; Boer 1985; Gotoh i Tokioka 1996; Smith 1975; Sugasawa i in. 2002). Brak barier reprodukcyjnych, podobieństwa morfologiczne oraz wyniki analiz

127 filogenetycznych fragmentów DNA potwierdziły, że przędziorek szklarniowiec (Tetranychus cinnabarinus Boisduval) jest w rzeczywistości barwną rasą w obrębie gatunku przędziorek chmielowiec (Tetranychus urticae Koch) (Auger i in. 2013). W badaniu Dosse (1963) płodne hybrydy powstałe w wyniku ich krzyżowań badano do siódmego pokolenia, a w badaniu Auger i in. (2013), aż do dziesiątego pokolenia włącznie. W przypadku innego gatunku, Tetranychus turkestani Ugarov i Nikolskii, krzyżowanie z przędziorkiem chmielowcem również prowadziło do powstania hybryd F1, które były jednak sterylne (złożone jaja nie rozwijały się), świadcząc o występowaniu silnej bariery post-zygotycznej (Ben-David i in. 2009). Przedstawione w ramach niniejszej pracy wyniki krzyżowań mogą wskazywać, iż pokrewieństwo pomiędzy P. adalius i P. resovius jest jeszcze większe niż w przypadku dwóch kryptycznych gatunków A. hystrix w badaniu Skorackiej (2008), niemniej jednak brak podobnych badań u innych gatunków szpecieli występujących na tej samej roślinie żywicielskiej nie pozwala na wyciąganie daleko idących wniosków na temat stopnia tego pokrewieństwa. Swobodny przepływ genów w pierwszym, hybrydowym pokoleniu powstałym ze skrzyżowania obu gatunków zasiedlających róże i uwidocznienie się silnych pozt- zygotycznych, symetrycznych barier reprodukcyjnych dopiero w pokoleniu F2 (słabszych w przypadku krzyżowania wstecznego), rzuca jednak nieco więcej światła na możliwość zachodzenia hybrydyzacji u blisko spokrewnionych gatunków szpecieli i niewątpliwie świadczy o bliskim pokrewieństwie obu badanych gatunków. Zjawisko hybrydyzacji u szpecieli jest niezwykle ciekawe, zwłaszcza w obliczu coraz powszechniejszej opinii, iż hybrydyzacja międzygatunkowa jest istotnym źródłem przepływu genów i introgresji w czasie ewolucji gatunków (np. Mallet 2005, 2008). Niestety nasza wiedza na temat krzyżowania się blisko spokrewnionych gatunków szpecieli i w ogóle roztoczy jest nadal znikoma. Ponieważ roztocze uznawane są za idealnych kandydatów do badań ekologicznych (Belliure i in. 2010; Skoracka i in. 2015), badania tego typu zjawisk u tego taksonu, w tym szpecieli, nie powinny przysparzać szczególnych trudności i mogą byś istotnym wkładem w zrozumienie znaczenia hybrydyzacji w specjacji i ewolucji gatunków w ogóle. Ponadto mając na uwadze fakt, iż gatunki które hybrydyzują najczęściej to te, u których w proporcjach płci przeważają samice oraz takie u których formą migrującą są samice (Wirtz 1999), szpeciele wydają się być idealną grupą do tego typu badań. Biorąc pod uwagę tradycyjną, biologiczną koncepcję gatunku definiowaną np. przez Mayr (1963), w wyniku przeprowadzonych doświadczeń możemy stwierdzić, że P. adalius i P. resovius są odrębnymi gatunkami, które mogą hybrydyzować i u których uwidacznia się

128 bariera post-zygotyczna w pokoleniu F2. Oznaczałoby to, że fauna szpecili zasiedlających róże w Polsce zwiększa się i wynosi obecnie cztery gatunki, jeśli weźmiemy pod uwagę R. rosae, którego tylko dwa osobniki znaleziono na róży pomarszczonej (Bocian 2011). Oprócz wspomnianego gatunku są to: C. schlechtendali, P. adalius i P. resovius, z czego dwa należą do rodzaju Phyllocoptes. Wniosek taki trudno jednak uznać za właściwy w obliczu nowszych doniesień dotyczących hybrydyzacji u zwierząt (np.: Grant i Grant 1992; Bullini 1994; Wirtz 1999; Mallet 2005, 2008). Według wielu autorów występowanie barier post-zygotycznych nie zawsze jest dobrym narzędziem do definiowania odrębności taksonomicznej, ponieważ znanych jest wiele przypadków występowania takich barier pomiędzy osobnikami należącymi bezsprzecznie do tego samego gatunku. Już Darwin (1859) opisywał przypadki depresji inbredowej (ang. inbreeding depression) oraz samosterylności (ang. self-sterility) u niektórych gatunków zwierząt, podczas gdy osobniki hybrydowe powstałe w wyniku krzyżowania gatunków wewnątrz m.in. takich rodzajów jak Phasianus oraz Cervus nie wykazują obniżonej płodność (Mallet 2008). Niezwykle pomocne w ostatecznym rozstrzygnięciu statusu taksonomicznego szpecieli występujących na różach było zastosowanie techniki molekularnej, bazującej na analizie i porównaniu fragmentów DNA, co już niejednokrotnie pozwoliło na wyodrębnienie nowych gatunków wewnątrz taksonu uznawanego dotychczas za jednorodny (np.: Hebert i in. 2004; Carew i in. 2009; Padial i de la Riva 2009; Skoracka i Dabert 2010; Cheng i in. 2011; Hein i in. 2012; Skoracka i in. 2012, 2013, 2014; Matsuda i in. 2013; Miller i in. 2013). Biologia molekularna dała taksonomom dostęp do zupełnie nowych narzędzi mogących mieć zastosowanie w identyfikacji i opisywaniu nowych gatunków. Według Seberg (2004) taksonomowie korzystający z tradycyjnych, głównie morfologicznych technik, potrzebowali by jeszcze co najmniej 900 lat na opisanie wszystkich nie znanych na naszej planecie taksonów. Metoda barkodingu zwierząt zaproponowana po raz pierwszy przez Hebert i in. (2003) zakładała, że każdy osobnik może zostać zidentyfikowany na podstawie sekwencji (ok. 650 pz) jego mitochondrialnego DNA (CO1). Z początkowego krytycyzmu wobec barkodingu, jako skutecznej metody taksonomicznej wyłoniło się ostatecznie przekonanie o konieczności stosowania większej ilości fragmentów wykorzystywanych przy identyfikacji, a przede wszystkim podejścia integrującego nowoczesne metody molekularne z tradycyjnymi metodami taksonomicznymi (np.: Paquin i Hedin 2004; DeSalle i in. 2005; Will i in. 2005; Meier i in. 2006). Dziś barkoding stanowi jedno z głównych narzędzi w delimitacji taksonomicznej

129 i ustalaniu faktycznego statusu gatunkowego zwierząt, w tym roztoczy (np.: Lewandowski i in. 2014; Skoracka i in. 2015). Kolejnym fragmentem coraz powszechniej wykorzystywanym w barkodingu, który w ostatnich latach stał się również jednym z najczęściej wykorzystywanych fragmentów genów, jeśli chodzi o badania taksonomiczne szpecieli i innych roztoczy, jest gen D1D2 wchodzący w skład fragmentu DNA kodującego podjednostkę rybosomalną 28S rRNA (np.: Sonnenberg i in. 2007; Mironov i in. 2012). W obrębie genów kodujących CO1, jak i D1D2 występują fragmenty podlegające wolnemu tempu ewolucji, poprzedzielane regionami o dużym polimorfizmie. Analiza tych regionów, zawierających fragmenty sekwencji unikalnych dla rodzaju lub gatunku, umożliwia jego identyfikację, a także przeprowadzenie analizy pokrewieństwa i określenie powiązań filogenetycznych pomiędzy badanymi populacjami (Hajibabaei i in. 2007; Sonnenberg i in. 2007). Fragmenty te wykorzystano do zbadania pokrewieństwa filogenetycznego gatunków należących do rodzaju Phyllocoptes. Do analizy włączono również gatunek C. schlechtendali oraz E. eremus, które grupują się jako zupełnie odrębne taksony. Wyniki analiz obu fragmentów wyraźnie wskazują na odrębność gatunkową P. fructiphilus, P. adalius jak i P. resovius, co potwierdza wyniki uzyskane w trakcie krzyżowania dwóch ostatnich gatunków. Analiza tych dwóch fragmentów DNA potwierdziła również słuszność sklasyfikowania nowego gatunku do rodzaju Phyllocoptes. Ze względu na produkcje wosku oraz duże trójkątne mikroguzki ustawione w rzędy na opistosomie, gatunek ten wykazuje duże podobieństwo do osobników należących do rodzaju Callyntrotus, który zgodnie z diagnozą wyznaczona przez Keifer’a (1939), identyfikuje się na podstawie właśnie tych cech. Biorąc pod uwagę duży dystans genetyczny pomiędzy P. resovius oraz C. schlechtendali oraz ułożenie C. schlechtendali poza kladem skupiającym gatunki z rodzaju Phyllocoptes można wysnuć wniosek, że gatunki należące do tego rodzaju powinny zostać poddane rewizji taksonomicznej. Również osobniki P. adalius zebrane w Finlandii, w lokalizacji typowej dla zsynonimizowanego gatunku P. rosarum, układają się z populacjami P. adalius zebranymi w Polsce. Należy jednak zaznaczyć, iż badane w ramach niniejszej pracy populacje reprezentują tylko niewielką cześć różnorodności jaka może znajdować się wewnątrz gatunków z rodzaju Phyllocoptes i dotyczą tylko części gatunków szpecieli zasiedlających róże. Próby zebrane zaledwie z jednego miasta (Fayetteville) na terenie stanu Arkansas, USA, ujawniły wysokie zróżnicowanie w obrębie genu CO1 populacji P. fructiphilus. Jest ono wystarczająco wysokie, by podejrzewać możliwość występowanie ras lub gatunków kryptycznych w jego obrębie.

130

Potwierdzenie istnienia kompleksu gatunków krytycznych w obrębie P. fructiphilus może mieć istotne znaczenie w opracowywaniu metod jego zwalczania i w walce z groźną chorobą róż. Według Skorackiej i in. (2015) wiele z gatunków kryptycznych może się różnić pod względem skuteczności w transmisji wirusów. Niewątpliwie zdolność do przenoszenia wirusów tylko przez niektóre z blisko spokrewnionych ras czy gatunków kryptycznych roztoczy może być kryterium pozwalającym na ich różnicowanie. W badaniach nad WSMV (Wosula i in. 2014, 2016) oraz TriMV (McMechan i in. 2014) udowodniono, iż poszczególne rasy w obrębie kompleksu gatunkowego A. tosichella różnią się pod względem skuteczności przenoszenia obu wirusów. Niektóre z ras (a być może tak naprawdę odrębnych gatunków) nie były w ogóle w stanie przenosić TriMV (McMechan i in. 2014). Można przypuszczać, że podobnie jak w przypadku A. tosichella, tylko niektóre populacje P. fructiphilus, są wstanie przenosić wirusa RRV. Niestety późna identyfikacja wirusa (2011 rok) powoduje, że niewiele wiadomo o relacji tego szpeciela w wirusem (Di Bello i in. 2015). Z danych literaturowych wynika, że ewolucja szpecieli będących wektorami wirusów nie wydaje się być skorelowana z ewolucją roślin, które zasiedlają (Fenton i in. 2000). Logicznym wydaje się więc przypuszczenie, iż to może wirusy są czynnikiem kierującym specjacją wektorów, lub wektory kierują specjacją wirusów. Najnowsze doniesienia o występowaniu dwóch zupełnie odrębnych emarawirusów na nikli indyjskiej (PPSMV-1 oraz PPSMV-2) przeczy też drugiej z teorii. Oba emarawirusy występujące na nikli przenoszone są przez A. cajani, jednak ich wzajemne pokrewieństwo jest mniejsze niż pomiędzy PPSMV-1 a RRV oraz PPSMV-2 a Fig mosaic virus (FMV, rodzaj: Emaravirus) (Elbeaino i in. 2015). Prawdopodobnie więc to specjacja wektora (w tym przypadku A. cajani) kieruje ewolucją emarawirusów, a sam jej proces był allopatryczny. Jak sugerują Di Bello i in. (2016) wektor prawdopodobnie nabył zdolność do transmisji dwóch zupełnie różnych wirusów porażających niklę z innych gatunków roślin, które poprzednio zasiedlał i wraz ze zmianą rośliny żywicielskiej przeniósł wirusy do nowego żywiciela. Choć taka zmiana rośliny żywicielskiej stoi niejako w sprzeczności z wysoką specjalizacją żywicielską u tej grupy roztoczy (Skoracka i in. 2010), teorię tą mogą wspierać niedawno potwierdzone przykłady transmisji FMV za pośrednictwem wektora (A. ficus) do roślin katarantusa (Catharanthus roseus (L.)) (Caglayan i in. 2012) oraz PPSMV-1 i PPSMV-2 za pośrednictwem wektora (A. cajani) do roślin fasoli (Phaseolus vulgaris L.) (Elbeaino i in. 2015) oraz mechanicznej transmisji Redbud yellow ringspot associated virus (RYRSaV, rodzaj: Emaravirus) do roślin fasoli, soi (Glycine max (L.)), robinii (Robinia pseudoacacia L.) oraz wspięgi (Vigna unguiculata (L.)) (Di Bello i in.

131

2016). Niestety w swoich badaniach wspomniani powyżej autorzy nie podaja informacji o możliwości zasiedlania poszczególnych roślin przez wykorzystane w doświadczeniach gatunki szpecieli. Niewiele wiadomo również o mechanizmach transmisji wirusów przez szpeciele, mimo że poznanie tych relacja może być kluczowe do ograniczenia szkód powodowanych przez wirusy. Zmiany klimatyczne prowadzą do zwiększenia liczebności oraz zasięgu geograficznego wektorów. Przyczynia się do tego również prowadzona obecnie polityka agrarna, wycofywania i zmniejszania stopnia stosowania pestycydów powodująca, że wiele ważnych wektorów może nie być skutecznie zwalczanych (Birch i in. 2011; Hillocks 2012). Ponadto coraz większa wymiana handlowa pomiędzy krajami i kontynentami znacznie zwiększa ryzyko występowania wektorów i związanych z nimi chorób wirusowych (Gergerich i in. 2015). Tylko poprzez poprawną identyfikację czynników chorobotwórczych i wektorów odpowiedzialnych za ich przenoszenie, możemy skutecznie ograniczać zasięg występowania wielu ważnych chorób wirusowych roślin (Bragard i in. 2013). Uzyskane wyniki poszerzają wiedzę na temat wewnątrzgatunkowego zróżnicowania wektora RRV, jakim jest P. fructiphilus, co być może świadczy o istnieniu kompleksu gatunków kryptycznych w jego obrębie. Zagadnienie to niewątpliwie wymaga dalszych badań, ponieważ miałoby to znaczący wpływ nie tylko na taksonomie gatunku, ale również na kluczowe kwestie związane z przenoszeniem i epidemiologią najgroźniejszej choroby róż w USA. Choroba powoduje coraz większe straty w produkcji róż, dla których rynek w tym kraju szacowany jest na 400 mln dolarów rocznie (Griffiths 2016). Ponieważ w wirusologii identyfikacja sprawcy choroby jest często równoznaczna z postawieniem prawidłowej diagnozy, to znaczy rozpoznaniem choroby (Kryczyński 2010) i ponieważ zdecydowana większość wirusów roślin potrzebuje wektorów w celu efektywnego rozprzestrzeniania się i przetrwania w środowisku (Hogenhout i in. 2008), rozpoznanie wektora wirusa jest często równoznaczne z postawieniem prawidłowej diagnozy i staje się pierwszym krokiem w ograniczeniu występowania ważnej choroby roślin (Kryczyński 2010). Poznanie i zrozumienie mechanizmów przenoszenia wirusów przez szpeciele, może zwiększyć prawdopodobieństwo znalezienia słabych punktów w relacjach między wirusami i roztoczami, które mogłyby być w przyszłości tak modyfikowane, aby skutecznie ograniczać ich występowanie. Na zasiedlonych przez P. adalius roślinach w Polsce obserwowano przebarwienia i deformacje liści, korkowacenie pędów, a przy dużej liczebności roztoczy również zamieranie

132 pąków. Stwierdzono również występowanie objawów charakterystycznych dla RRV. Od 2011 roku napływające sygnały od producentów oraz pracowników firmy doradczej Majoro skłoniły autora pracy i jego opiekuna do zajęcia się tym problemem i weryfikacji, czy wirus obecny jest w Polsce. Nie stwierdzono jednak występowania wirusa w żadnej z 69 zebranych w kraju prób. Potwierdzony zasięg RRV ogranicza się więc w chwili obecnej tylko do Północnej Ameryki i nie wiemy na chwilę obecną, czy jakikolwiek inny z gatunków poza P. fructiphilus jest zdolny do transmisji wirusa. Ponieważ wcześniej badano już gatunek P. adalius pod względem ewentualnego przenoszenia RRV i nie stwierdzono by mógł być on wektorem (Amrine 2002), w podjętych w ramach niniejszej pracy badaniach, koncentrowano się na weryfikacji symptomatycznego materiału zebranego w terenie pod katem obecności wirusa oraz gatunków szpecieli zasiedlających te rośliny. W przebadanym pod tym względem materiale nie stwierdzono obecności RRV, jak również występowania P. fructiphilus. Ponieważ próby takie często zasiedlone były przez P. adalus, można przypuszczać, że żerowanie tych szpecieli może powodować objawy przypominające niektóre z symptomów charakterystycznych dla RRV, lub tych powodowanych przez P. fructiphilus. W związku z brakiem występowanie wirusa RRV w Polsce, nie badano możliwości przenoszenia wirusa przez P. adalus w oparciu o zainfekowany materiał otrzymany z USA, gdyż testy transmisyjności wykonywane w Polsce mogłyby wiązać się dodatkowo z ryzykiem wprowadzenia RRV do środowiska. Nigdy nie podejmowano też prób sprowadzenia do Polski gatunku P. fructiphilus. Identyfikacja gatunkowa jest podstawą do zrozumienia bioróżnorodności oraz procesów ewolucyjnych i tylko prawidłowa identyfikacja pozwala na wiarygodne porównywanie uzyskanych wyników badań oraz powtórzenie wcześniejszych eksperymentów innych badaczy (Meier i in. 2006). W przypadku szkodników upraw, prawidłowa identyfikacja jest podstawą opracowywania programów i zaleceń zarówno w integrowanej, jak biologicznej ochronie (Ros i Breeuwer 2007; Navia i in. 2013a). Ponieważ róże są jednymi z najważniejszych roślin ozdobnych, a wśród upraw na kwiat cięty w produkcji światowej zajmują pierwszą pozycję (zarówno pod względem powierzchni uprawy jak i wartości produkcji), prawidłowa identyfikacja szkodników zasiedlających róże jest kluczowa w opracowywaniu skutecznych metod ochrony. Przedstawione w ramach niniejszej pracy integrowane podejście (ang. integrated approach) w identyfikacji i delimitacji gatunków zasiedlających róże, obejmuje oprócz analizy morfometrycznej i sprawdzenia występowania barier reprodukcyjnych, również porównanie fragmentów DNA szpecieli. Przydatnym narzędziem pozwalającym na rozróżnianie poszczególnych gatunków mogą być również dane

133 dotyczące biologii i ekologii, w tym porównanie parametrów demograficznych najważniejszych, blisko spokrewnionych gatunków.

6.2. BIOLOGIA GATUNKÓW WYSTĘPUJĄCYCH NA RÓŻACH W POLSCE

W Polsce róże na kwiaty cięte uprawiane są przede wszystkim w systemie szklarniowym. O ile w latach 90-tych większość produkcji w naszym kraju prowadzona była w starszych obiektach, obecnie szacuje się, iż 60% produkcji to nowoczesne obiekty z uprawą całoroczną, gdzie rośliny są doświetlane i dokarmiane CO2, a panujący wewnątrz klimat sterowany komputerowo (Lesing 2011). Zadaniem nowoczesnych komputerów klimatycznych wykorzystywanych w szklarniach jest optymalizacja warunków uprawy, w celu uzyskania maksymalnego plonu przy jak najniższych kosztach poniesionych na ogrzewanie, nawadnianie, doświetlanie i nawożenie (Aaslyng i in. 2003). Choć sterowanie klimatem w szklarni odbywa się w sposób automatyczny, nie polega ono na utrzymywaniu przez cały czas optymalnej, stałej temperatury, ale na jej modyfikacji w zależności od panujących na zewnątrz i wewnątrz szklarni warunków (Jerzy i Baranowski 2005). Przyjmuje się, że temperaturami optymalnymi do uprawy róż w szklarni są wartości pomiędzy 17 i 25 °C. Wartości te są dostosowywane w zależności od pory dnia, pory roku, uprawianej odmiany, czy warunków panujących na zewnątrz (Jerzy 2006). Warunki panujące wewnątrz szklarni powinny być dostosowywane przede wszystkim w celu maksymalizacji plonu przy poniesieniu jak najniższych kosztów materiałowych (Adams i in. 2000). Według Lesing (2011) w Polsce koszty paliwa oraz jego transportu, wraz z kosztami energii elektrycznej stanowią ponad 70% wszystkich kosztów materiałowych ponoszonych w szklarniowej uprawie róż. W obliczu stale rosnących cen paliw, od wielu już lat próbuje się badać wpływ temperatur integrowanych na plonowanie róż uprawianych w szklarniach (De Vries i in. 1982; Dieleman i Meinen 2007; Raviv i in. 2010). Integracja ta polega na utrzymywaniu różnych temperatur w dłuższych okresach (zwykle kilka dni) w celu minimalizacji utraty ciepła z obiektu, na co główny wpływ mają warunki panujące na zewnątrz (Dieleman i Meinen 2007). Skoro wzrost i rozwój róż uzależniony jest bardziej od średniej temperatury dla dłuższego okresu niż od krótkich jej wahań, w okresach pochmurnych i zimnych opłacalne jest utrzymanie temperatury nawet poniżej dolnego optimum dla roślin, odrabiając średnią w czasie dni słonecznych i obniżając tym samym zużycie paliwa do 20% w skali roku (Vangansbeke i in. 2013). Zauważono również, że zmienne temperatury w okresie 134 wzrostu i rozwoju róż istotnie zwiększają ilość i jakość uzyskanego plonu, w stosunku do roślin uprawianych w stałej temperaturze (Bakker i Van Uffelen 1988; Rijsdijk i Vogelezang 2000). W badaniach holenderskich naukowców można zauważyć argumentację, iż znaczące obniżenie kosztów materiałowych w szklarniowej uprawie róż w Europie jest niezbędne w obliczu rosnącej konkurencji z takich krajów jak Ekwador czy Kenia (Dieleman i Meinen 2007). Import róż do UE (głównie z krajów afrykańskich) dwukrotnie przewyższa ich eksport i niestety różnica ta w ostatnich latach pogłębia się (Lesing 2012). Badany jest również wpływ temperatur integrowanych na parametry reprodukcyjne szkodników i ich naturalnych wrogów (np. Vangansbeke i in. 2013). W klimacie umiarkowanym temperatura panująca wewnątrz szklarni może być tak sterowana, by choć w niewielkim stopniu, niemniej istotnie wpływać na występowanie szkodników o wysokim optimum temperaturowym, nie powodując równocześnie istotnego obniżenia ilości i jakości plonu. Oczywiście rozwiązania takie nie będą możliwe bez szczegółowej znajomości biologii poszczególnych gatunków szkodników. Do tej pory parametry demograficzne obliczono tylko dla kilku gatunków szpecieli, przy czym w przypadku zaledwie czterech gatunków opracowano je dla szerszego zakresu temperatur w jakich organizmy te mogą się rozwijać (Allen i in. 1995; Ebrahim 2000; Haque i Kawai 2003; Walton i in. 2010). Większość tego rodzaju badań na szpecielach ogranicza się do pojedynczej, stałej temperatury mieszczącej się w przedziale 20-30 °C (Sabelis i Bruin 1996; Skoracka i Kuczyński 2004; Abou-Awad i in. 2010, 2011b; Druciarek i in. 2014). Uzyskane wyniki wskazują, że P. adalius ma krótki okres rozwojowy, w zbliżonym zakresie temperatur nieco krótszą lub podobną długość rozwoju zaobserwowano tylko dla A. lycopersici (Abou-Awad 1979; Haque i Kawai 2003) i Metaculus mangiferae (Attiah) (Abou-Awad i in. 2011b). A. hystrix przebadany w pojedynczej, stałej temperaturze 20 °C (Skoracka i Kuczyński 2004) również rozwijał się szybciej w porównaniu do P. adalius. Nieco dłuższy okres rozwoju zaobserwowano natomiast dla Phyllocoptruta oleivora (Ashmead) przebadanego w dziewięciu stałych temperaturach, od 14 do 33 °C (Allen i in. 1995) oraz C. vitis w ośmiu stałych temperaturach, od 12 do 34 °C (Walton i in. 2010). Większość przebadanych gatunków szpecieli potrzebuje dłuższych okresów na osiągnięcie dorosłości, do 20,5 dnia w 26 °C dla Retracarus johnstoni Kiefer, niebezpiecznego szkodnika palm (Gondim i de Moraes 2003). Rozwój blisko spokrewnionego P. fructiphilus (potwierdzonego wektora RRV), od jaja do formy dorosłej wynosi 11 dni, jednak w przypadku tego gatunku Kassar i Amrine (1990) przeprowadzili swój eksperyment w pojedynczej, stałej temperaturze wynoszącej 23 °C. W naszym badaniu średni czas rozwoju P. adalius w 20 i 25 °C wyniósł

135 odpowiednio 9,5 i 6,7 dnia, był on zatem krótszy niż w przypadku P. fructiphilus. Trzeba jednak zaznaczyć, iż porównywanie tempa rozwoju pomiędzy gatunkami blisko spokrewnionymi i zasiedlającymi nawet tę samą roślinę żywicielską może być mylące, jeżeli nie mamy pewności co do identyczności pozostałych warunków panujących w doświadczeniu. Wiadomym jest, iż wilgotność względna również istotnie wpływa na parametry rozwojowe szpecieli (Rice i Strong 1962; Hobza i Jeppson 1974; Courtin i in. 2000). Warto też wspomnieć, iż zgodnie z obliczeniami Lewontin (1965), przy wyznaczaniu parametrów reprodukcyjnych 10% wzrost w tempie rozwoju ma efekt porównywalny ze 100% wzrostem płodności. Tak więc tempo rozwoju osobników młodocianych, jako czynnik w dużym stopniu zależny od temperatury czy wilgotności, ma istotny wpływ na parametry reprodukcyjne, zwłaszcza na wrodzone tempo wzrostu (rm) populacji (Vangansbeke i in. 2013). Niewątpliwie temperatura może być czynnikiem ograniczającym występowanie szkodników. Jaja P. adalius nie rozwijały się w 35 °C, natomiast w 30 °C zaobserwowano przeżywalność form młodocianych na poziomie 40%. Obserwacja ta może być istotna z punktu widzenia szklarniowych upraw róż, w których temperatury w okresie letnim mogą sięgać powyżej 30 °C w obiektach, które nie są aktywnie chłodzone. Przeżywalność form młodocianych P. adalius osiągnęła najwyższą wartość w temperaturze 25 °C (86%), a w całym przedziale temperaturowym była zbliżona do wartości uzyskanych dla A. lycopersici (Haque i Kawai 2003), groźnego szkodnika w szklarniowej uprawie pomidora (Haque i Kawai 2002; Park i in. 2010) oraz P. oleivora i Aculops pelekassi Keifer występujących na pomarańczy (Ebrahim 2000). Aceria guerronis Keifer, jeden z najważniejszych szkodników w uprawie kokosa, przebadana w identycznym zakresie temperatur, charakteryzowała się znacznie niższą przeżywalnością form młodocianych w temperaturach 15-30 °C, wyższą natomiast w 35 °C (Ansaloni i Perring 2004). Zastanawiające są natomiast wyniki uzyskane dla Aceria ficus (Cotte), Aceria mangiferae Sayed, Aculus fockeui (Nalepa i Trouessart) Calepitrimerus baileyi Keifer, M. mangiferae i Rhyncaphytoptus ficifoliae Keifer, w przypadku których przeżywalność stadiów młodocianych wynosiła 100% (odpowiednio: Abou-Awad i in. 2000, 2005, 2010, 2011a, b). P. adalius podobnie jak pozostałe Eriophyidae, charakteryzuje się partenogenetycznym sposobem reprodukcji: arrenotokią z haplodiploidalną determinacją płci. Proces pobierania spermatoforów przez samice jest niezbędny do osiągniecia ich maksymalnej płodności (Helle i Wysoki 1996; Lindquist i Oldfield 1996). Uzyskane wyniki potwierdziły, iż niezaplemnione samice, które nie miały dostępu do spermatoforów składały ciągu swojego życia istotnie mniej

136 jaj w porównaniu do samic hodowanych w parach z samcami i które mogły pobierać spermatofory. Wyniki te są zgodne z obserwacjami Ansaloni i Perring (2004) dla A. guerreronis Keifer oraz Stoeva i in. (2011) dla Leipothrix dipsacivagus Petanovic & Rektor. Odrębną zależność zaobserwowano jedynie w przypadku A. hystrix, u którego nie było istotnych różnic w średniej płodności samic zaplemnionych i niezaplemnionych (Skoracka i Kuczyński 2006). Wpływ zaplemnienia na ilość składanych jaj oraz długość życia samic był wcześniej badany w przypadku kilku arrenotokicznych gatunków pająków (Nickel 1960; Gutierrez i van Zon 1973; Wrensch i Young 1975; Saito 1987; Bonato i Gutierrez 1996, 1999). Dla wszystkich z nich zwiększona długość życia niezaplemnionych samic w połączeniu z niższą płodnością zwiększała prawdopodobieństwo spotkania samca. W skrajnych przypadkach, samica mogła pobrać spermatofor złożony przez swojego męskiego potomka, po osiągnięciu przez niego dojrzałości płciowej (Wrensch i Young 1975). Różnice w długości życia pomiędzy zapłodnionymi i niezapłodnionymi samicami opisano również u kilku nie-arrenotokicznych stawonogów, u których niezapłodnione samice składały mniej jaj, ale żyły za to dłużej (Yoon i in. 1990; Vickers 1997; Jacob i Evans 2000). Korelacja ta jest zgodna z popularną teorią tempa życia (ang. rate of living) mówiącą, iż podwyższone tempo metabolizmu tlenowego jest odpowiedzialne za przyspieszone starzenie i śmierć. W teorii tej długość życia jest funkcją dwóch czynników: (i) natury zwierzęcia, która jest zdeterminowana genetycznie oraz (ii) wysokości wydatku energetycznego podczas jego trwania (Pearl 1928). Za mechanizm szybszego starzenia odpowiada przypuszczalnie nadmierna produkcja reaktywnych form tlenu (RFT) w czasie metabolizmu tlenowego, które powodują uszkodzenia makrocząsteczek budujących organizm. Zgodnie z tą teorią zwierzęta o wysokim tempie metabolizmu są bardziej narażone na uszkodzenia z powodu wyższej produkcji RFT (Beckman i Ames 1998). Tak więc dla dwóch typów samic o podobnej naturze „długość życia jest odwrotnie proporcjonalna do jego tempa”. Zwiększona produkcja jaj w połączeniu z kojarzeniem i kopulacją powoduje zwiększone obciążenie zasobów metabolicznych samic zapłodnionych i tym samym ich szybszą śmierć (Pearl 1928). Jednak korelacji takiej nie wykryto porównując długość życia zaplemnionych i niezaplemnionych samic gatunku L. dipsacivagus (Stoeva i in. 2011), jak również w przypadku P. adalius w prezentowanym doświadczeniu, w którym oba typy samic nie różniły się istotnie długością życia. Co ciekawe u innych gatunków szpecieli, np. u A. guerreronis zaobserwowano, iż to zaplemnione samice żyją istotnie dłużej (Ansaloni i Perring 2004). Fenomen ten trudno wytłumaczyć odwołując się również do innych grup fitofagicznych roztoczy, np. przędziorków, u których samice niezaplemnione żyją istotnie

137 dłużej, zgodnie z teorią tempa życia (Bonato i Gutierrez 1999). Spekulując można przypuszczać, iż niezaplemnione samice szpecieli, podobnie jak u przędziorków, zmniejszają liczbę składanych jaj w oczekiwaniu na zaplemnienie, jednak w przeciwieństwie do tych drugich aktywnie poszukują spermatoforów, ponosząc zwiększony wysiłek energetyczny, co skraca długość życia samic. Dodatkowym argumentem przemawiającym za powyższą teorią są krzywe przeżywalności dziennej oraz płodności otrzymane dla obu typów samic (Rysunek 31, str. 115). Samice zaplemnione wykazywały bardziej stały, wyrównany spadek płodności dziennej, podczas gdy u samic niezaplemnionych krzywa płodności po osiągnięciu wysokiego i krótkiego piku w okolicach czwartego dnia życia, spadła gwałtownie i utrzymywała się na niższym poziomie. Być może strategia ta związana jest właśnie z oczekiwaniem na dorośniecie własnego potomstwa, by móc pobrać od niego wymagany do produkcji „córek” spermatofor. Formami migrującymi u szpecieli mogą być również nimfy (Oldfield i Michalska 1996) i w takim przypadku powyższa teoria ma swoje uzasadnienie. Formy młodociane nie mają wykształconych narządów rozrodczych i nie mogą pobierać spermatoforów. Po przeniesieniu z wiatrem pojedynczej nimfy na nie zasiedloną roślinę żywicielską, jedyną możliwością rozwoju populacji jest uzyskanie przez dojrzałą już samicę spermatoforów pochodzących od własnego potomstwa (ang. oedipal mating). Inaczej samica taka dawała by początek tylko grupie samców, nie zdolnych do dalszego rozrodu (Manson i Oldfield 1996). Być może niezaplemnione samice P. adalius w prezentowanych badaniach wykorzystywały oszczędności metaboliczne płynące z niższej płodności na aktywne poszukiwanie spermatoforów swojego męskiego potomstwa. Jednak w prezentowanym doświadczeniu dotyczącym płodności potomstwo takie było usuwane już na etapie jaja i niewiadomym jest również, czy niezaplemnione samice poświęcały więcej energii oraz czasu na poszukiwanie spermatoforów. Teorii tej brak potwierdzenia w opublikowanych badaniach dla innych gatunków szpecieli i hipoteza ta nie była również testowana w ramach prezentowanych doświadczeń. Niewątpliwie bardziej szczegółowe badania nad behawiorem zaplemnionych i niezaplemnionych samic szpecieli są konieczne. Na podstawie danych reprodukcyjnych zebranych w doświadczeniach możliwe było obliczenie podstawowych parametrów demograficznych dla gatunku. W temperaturze 25 °C, w której osobniki P. adalius rozwijały się najszybciej i wykazywały najwyższą przeżywalność, wysoki wskaźnik tempa reprodukcji netto (R0 = 27,8), zdefiniowany jako średnia liczba córek wyprodukowana przez jedną samicę w czasie jej życia, kontrastował z dość niską wartością

138

średniego czasu trwania pokolenia (T = 15,8). Podobne wartości parametru T w temperaturze 25 °C uzyskano dla Aceria oleae Nalepa i Tegolophus hassani (Keifer) zasiedlających drzewa oliwne (Abou-Awad i in. 2005). Parametry reprodukcyjne obu tych gatunków są jednak ograniczone niskimi wartościami parametru R0 (odpowiednio 13,15 i 7,62), który wykorzystywany jest do obliczeń wrodzonego tempa wzrostu (rm) i tempa zwielokrotnienia liczebności populacji (λ). Z tego powodu wartości rm i λ u dwóch wspomnianych powyżej gatunków zasiedlających drzewa oliwne, są niższe w stosunku do P. adalius. W całym zakresie temperaturowym P. adalius wykazywał wyższe wartości wszystkich czterech obliczonych parametrów w stosunku do C. vitis (Walton i in. 2010), A. fockeui (Abou-Awad i in. 2010) oraz

P. oleivora (Allen i in. 1995). Wykazywał jednak niższe wartości R0 oraz rm w stosunku do A. lycopersici (Haque i Kawai 2003) we wszystkich czterech zastosowanych temperaturach. Co ciekawe gatunek P. resovius charakteryzował się jeszcze wyższymi wartościami parametrów reprodukcyjnych niż gatunek P. adalius. Ten nowy dla nauki gatunek znaleziony został pod koniec badań prowadzonych w ramach niniejszej pracy, dlatego niemożliwe było obliczenie dla gatunku parametrów demograficznych w szerszym zakresie temperatur, jak zostało to wykonane dla P. adalius. Zarówno gatunek P. resovius jak i C. schlechtendali przebadane zostały w pojedynczej, stałej temperaturze 25 °C. Biorąc pod uwagę realną częstotliwość występowania P. adalius i P. resovius w szklarniach oraz problemy zgłaszane przez producentów i firmy doradcze, w badaniach koncentrowano się przede wszystkim na najczęściej występującym P. adalius. Phyllocoptes resovius wykazywał podobne tempo rozwoju w stosunku do P. adalius, różniąc się jedynie istotnie szybszym tempem rozwoju nimf. Wykazywał ponadto wyższą przeżywalność osobników młodocianych, której wartość (91%) była wyższa nawet w porównaniu do A. lycopersici (83%) w badaniu Haque i Kawai (2003). Samice P. resovius w stosunku do samic P. adalius składały istotnie więcej jaj w ciągu dnia w całym okresie swojego życia oraz w przeliczeniu na dzień okresu owipozycyjnego. Gatunki nie różniły się jednak istotnie płodnością ogólną samic. Krzywa płodności dziennej dla P. resovius osiągnęła zdecydowanie wyższy pik w początkowym okresie życia samic (Rysunek 32, str. 117). Te niewielkie jak mogło by się wydawać różnice, miały istotny wpływ na wyższe wartości parametrów demograficznych obliczonych dla P. resovius. Można przypuszczać, że gatunek ten posiada jeszcze większy niż P. adalius potencjał do zasiedlania szklarniowych upraw róż i może stanowić w przyszłości jeszcze większe zagrożenie w produkcji. Spośród gatunków szpecieli przebadanych do tej pory, tylko A. lycopersici w badaniach Haque i Kawai (2003)

139 wykazał wyższe wartości R0 i rm (odpowiednio: 38,7 i 0,286) w stosunku do P. resovius (R0 =

33,8 i rm = 0,23). Ponieważ w tej samej temperaturze rozwój form młodocianych u A. lycopersici zachodził szybciej, wartość parametru T wskazującego jaki czas musi upłynąć od urodzenia się samicy do wydania przez nią potomstwa był z kolei dłuższy u P. resovius (odpowiednio 12,8 i 15,3 dnia). Spośród badanych gatunków, C. schlechtendali wykazywał najniższą przeżywalność form młodocianych ze wszystkich trzech przebadanych gatunków. Była ona na tyle niska (58% łącznie dla wszystkich stadiów), że niemożliwe było obliczenie parametrów demograficznych dla gatunku. Samice, które osiągnęły dorosłość w doświadczeniu dotyczącym rozwoju, po połączeniu w pary z samcami nie składały jaj i umierały zwykle po kilku dniach. Niemożliwym więc było określenie ich płodności i tym samym obliczenie parametrów demograficznych. Ponieważ C. schlechtendali nie został nigdy spotkany w uprawie szklarniowej, można przypuszczać, że być może panujące tam warunki, a przede wszystkim uprawne odmiany róż eliminują jego występowanie. Parametrem uznawanym za pozwalający najlepiej ocenić wzrost i dostosowanie populacji różnych organizmów (w tym stawonogów), do określonych warunków

środowiskowych jest wrodzone tempo wzrostu (rm) (Birch 1948). Niestety w literaturze niewiele można znaleźć na temat wartości rm obliczonych dla szpecieli i zaledwie kilka gatunków przebadano pod kątem ustalenia tablic życiowych. Sabelis i Bruin (1996) podzielili szpeciele na trzy grupy w oparciu o różnice występujące w stylu ich życia. Styl wolno żyjący (ang. leaf vagrant) ponosi największe ryzyko napotkania drapieżnika, ale liczy się również z najmniejszymi niedoborami pożywienia lub konkurencji o pokarm, stąd też osobniki wolnożyjące zdaniem autorów powinny mieć najwyższe wskaźniki rm w porównaniu do innych typów. Wartości rm dla P. adalius i P. resovius są wyższe, niż te występujące u szpecieli tworzących galasy czy zamieszkujących schronienia (odpowiednio dwa pozostałe typy, ang. gall makers i refuge-seekers). Są również wysokie w porównaniu do szpecieli tego samego typu, żyjących w podobnych warunkach. Porównując gatunki hodowane w 25 °C, rm P. adalius

(0,21) i P. resovius (0,23) były wyższe od rm dla A. fockeui (0,15), C. vitis (0,14), A. mangiferae (0,11), M. mangiferae (0,14) i P. oleivora (0,10) (odpowiednio: Abou-Awad i in. 2010; Walton i in. 2010; Abou-Awad i in. 2011b; Allen i in. 1995). Spośród gatunków wolnożyjących ponownie tylko A. lycopesici wykazał wyższe wartości rm wynoszące 0,26 w doświadczeniu Xu i in. (2006) i 0,29 w doświadczeniu Haque i Kawai (2003). Zdaniem ostatnich autorów tak duża wartość rm u A. lycopesici może tłumaczyć wysoką zdolność gatunku do szybkiego

140 wzrostu populacyjnego w krótkim okresie czasu, co było obserwowane przez nich w szklarniowej uprawie pomidora (Haque i Kawai 2003). Podobne zjawisko obserwowano w trakcie prowadzenia badań nad P. adalius, który w sprzyjających warunkach szklarniowej uprawy róż, mógł osiągać zagęszczenia wynoszące ponad 340 osobników na centymetr kwadratowy liści (opublikowano w Druciarek i in. 2014), co prowadziło do przebarwień i deformacji liści róż i obniżało wartość dekoracyjną kwiatów. Tak wysokie przegęszczenie populacji u szpecieli sprzyja zachowaniom migracyjnym i zasiedlaniu nowych roślin, co było obserwowane nie tylko u P. adalius, ale również u A. hystrix (Skoracka i Kuczyński 2004).

Wysoka wartość rm i silna tendencja do migracji u P. adalius potwierdza hipotezę

Dingle (1981), iż wartości rm są wyższe u stawonogów masowo migrujących. Uwidacznia się to nie tylko u szpecieli, ale także u przędziorków, które charakteryzują się wartościami rm sięgającymi 0,29 oraz dobrze rozwiniętą zdolnością dyspersji, umożliwiającą im szybką migrację z wyeksploatowanych roślin (Kennedy i Smitley 1985; Sabelis 1985). Wartości rm uzyskane dla P. adalius w pozostałych temperaturach potwierdzają wcześniejsze obserwacje na temat tego gatunku (opublikowano w Druciarek i in. 2014) oraz jego zdolności do szybkiego wzrostu populacyjnego w krótkich okresach czasu, porównywalnego z tym jaki występuje u przędziorków.

Wartość parametru rm wykorzystywana jest również w celu znalezienie najbardziej efektywnych wrogów naturalnych szkodników (Roy i in. 2003). Według teorii zaproponowanej niegdyś przez Sabelis (1992), Janssen i Sabelis (1992) i Sabelis i in. (2002), wartość parametru rm skutecznego drapieżcy powinna być wyższa lub co najmniej równa wartości rm jego ofiary. Do tej pory jedynie kilka gatunków drapieżnych roztoczy badano pod względem możliwości kontrolowania populacji szpecieli i niektóre z gatunków dobroczynkowatych zostały uznane za skuteczne w zwalczaniu szpecieli (Gerson i in. 2003). Dobroczynkami, które przebadano pod tym względem w temperaturze 25 °C na pokarmie złożonym z A. lycopesici i które wykazały wartości rm wyższe lub zbliżone do P. adalius (0,21) są A. swirskii (rm = 0,24) (Momen i Abdel-

Khalek 2008) oraz Amblyseius andersonii (Chant) (rm = 0,20) (Park i in. 2011). Ostatni z autorów w swojej pracy obliczyli również wartość rm dla A. swirskii, jednak uzyskany wynik (0,20) jest niższy od wartości uzyskanej przez Momen i Abdel-Khalek (2008), nadal jest jednak porównywalny do wartości rm uzyskanej w tej samej temperaturze dla P. adalius. Spośród gatunków drapieżnych roztoczy tylko A. swirskii w badaniu Momen i Abdel-Khalek (2008) wykazał wartość rm (0,24) wyższą niż P. resovius (0,23). Innym obiecującym kandydatem do walki biologicznej może być A. andersonii, którego wartość rm (0,23) została oszacowana przy

141 karmieniu A. schlechtendali (Dicke i in. 1990). Należy jednak zaznaczyć, iż we wszystkich powyższych przypadkach wartości rm szacowano na pokarmie składającym się z innych niż te omawiane w niniejszej pracy gatunków szpecieli i mogą się one różnić w przypadku hodowli drapieżców na P. adalius i P. resovius. Z pewną ostrożnością należy też podchodzić do samej zmiennej rm, jako wskaźnika warunkującego skuteczność drapieżcy i przytoczonej na początku niniejszego akapitu teorii. Według Sabelis (informacja ustna), wskazania rm otrzymane w warunkach laboratoryjnych nie zawsze muszą odpowiadać rzeczywistości panującej w uprawie, a na ostateczną skuteczność drapieżcy może wpływać wiele dodatkowych czynników, których uwzględnienie nie jest możliwe w doświadczeniu laboratoryjnym. Niewątpliwie wskazania takie w przypadku P. adalius i P. resovius powinny być traktowane jako dobry punkt wyjścia do dalszych badań szklarniowych, w celu znalezienie skutecznych drapieżców mogących kontrolować szpeciele w uprawie róż. W czasie prowadzonych badań udało się opracować i z powodzeniem wykorzystać metodę hodowli szpecieli w klateczkach, która okazała się efektywna w badaniach nad biologią gatunków występujących na różach i może być z powodzeniem wykorzystywana w innych badaniach dotyczących szpecieli. Poznanie parametrów demograficznych szpecieli jest niezbędne do identyfikacji potencjalnych drapieżców, mogących mieć zastosowanie w biologicznej ochronie róż. Mogą one również być przydatne w pracach nad rolą poszczególnych gatunków w transmisji wirusów oraz w lepszym poznaniu relacji występujących w trójtroficznym układzie wirus-roślina-wektor. Parametry reprodukcyjne uzyskane dla P. adalius i P. resovius klasyfikują je w grupie gatunków o dość wysokim optimum termicznym, pośród takich gatunków jak A. lycopersici (groźny szkodnik w uprawie pomidora) czy M. mangiferae (szkodnik mango). Wskazują ponadto na wysoki potencjał reprodukcyjny obu gatunków, potwierdzający wcześniejsze obserwacje o ich wysokiej szkodliwości w szklarniowej uprawie róż w Polsce. Ogromnym zagrożeniem dla światowej produkcji tych kwiatów jest wywodzący się z Północnej Ameryki wirus rozetowatości róż, którego potwierdzonym wektorem jest szpeciel, P. fructiphilus. Rozetowatość róż jest w obecnej chwili postrzegana w USA jako najważniejsza z chorób tych roślin, a rozprzestrzenianie się wirusa uznawane za epidemię mogącą mieć poważne skutki dla sektora ogrodniczego w tym kraju. Kolejnym poważnym problemem jest brak szczegółowych opisów oraz duże podobieństwo gatunków z rodzaju Phyllocoptes zasiedlających róże, co znacznie utrudnia ich prawidłową identyfikację, stanowiąc poważny problem w obliczu identyfikacji faktycznych wektorów RRV. Co więcej, status taksonomiczny

142 wielu gatunków szpecieli jest niepewny, między innymi ze względu na ich niewielkie rozmiary, występowanie złożonych cykli życiowych oraz niewielką ilość cech przydatnych w identyfikacji. Przedstawione w niniejszej pracy kompleksowe podejście (ang. integrated approach) w identyfikacji gatunkowej szpecieli zasiedlających róże, pozwoliło na jednoznaczne potwierdzenie odrębności taksonomicznej P. fructiphilus, P. adalius i P. resovius, a przedstawione wyniki badań będą na pewno pomocne w dalszych pracach nad ograniczaniem występowania groźnej choroby wirusowej róż w USA. Pomimo dużego podobieństwa morfologicznego, wszystkie trzy gatunki cechuje na tyle duży dystans genetyczny, by uznać je za odrębne taksony. Dodatkowo pomiędzy gatunkami P. adalius i P. resovius stwierdzono występowanie bariery rozrodczej, która pozwala na współwystępowanie tych groźnych szkodników róż. Szkody powodowane przez te szpeciele w szklarniowej produkcji róż w naszym kraju są na tyle poważne, że można je uznać, zaraz po przędziorkach, za najgroźniejsze ze szkodników pośród roztoczy. Dzięki opracowaniu parametrów demograficznych gatunków i lepszemu poznaniu ich biologii, możliwe będzie wytypowanie drapieżnych roztoczy do dalszych badań nad biologicznym zwalczaniem szpecieli występujących na różach. Pozytywnym stwierdzeniem, wynikającym z przeprowadzonych badań jest brak obecności wirusa RRV w badanym materiale pochodzącym z Polski. Do chwili obecnej nie stwierdzono występowania RRV poza kontynentem Północnej Ameryki, wiadomym jest jednak, iż ciągle rosnąca wymiana handlowa pomiędzy kontynentami sprzyja niekontrolowanemu rozprzestrzenianiu się wielu groźnych chorób roślin. Tylko poprzez lepsze poznanie czynników chorobotwórczych oraz organizmów odpowiedzialnych za ich rozprzestrzenianie, jesteśmy w stanie ustanawiać skuteczniejsze zalecenia minimalizujące ryzyko sprowadzenia do Europy groźnego wirusa.

143

7. WNIOSKI

1. Róże na terenie Polski zasiedlane są przez cztery gatunki szpecieli: Phyllocoptes adalius Phyllocoptes resovius, Callyntrotus schlechtendali oraz Rhyncaphytoptus rosae. 2. Powszechnie występującym gatunkiem w produkcji szklarniowej jest Phyllocoptes adalius, który powoduje przebarwienia i deformacje liści oraz korkowacenie pędów róż. 3. Rodzime gatunki róż występujące w środowisku naturalnym, głownie Rosa canina, zasiedlana jest głównie przez gatunek Callyntrotus schlechtendali. 4. W sprzyjających warunkach siedliskowych szpeciele na różach tworzą populacje osiągające zagęszczenie ponad 500 osobników na liść, przy ekstensywności przekraczającej 90%. 5. W czasie prowadzonych badań stwierdzono występowanie dwóch nowych dla nauki gatunków zasiedlających róże, były to Eriophyes eremus oraz Phyllocoptes resovius. 6. Phyllocoptes adalius charakteryzuje się krótkim okresem rozwoju osobników młodocianych, które ponadto wykazują najwyższą przeżywalność w temperaturze 25 ºC. 7. Oba gatunki z rodzaju Phyllocoptes, występujące w Polsce, cechują się stosunkowo wysokimi wartościami parametrów rozwoju populacji, co w sprzyjających warunkach siedliskowych, prowadzi do tworzenia dużych liczebnie populacji w krótkim okresie czasu. 8. Zaplamienie zwiększa płodność samic Phyllocoptes adalius, nie wpływa natomiast na długości ich życia. 9. Wszystkie trzy badane gatunki z rodzaju Phyllocoptes posiadają odrębny status taksonomiczny, potwierdzony badaniami molekularnymi oraz występowaniem barier post-zygotycznych pomiędzy Phyllocoptes adalius i Phyllocoptes resovius występującymi w Polsce. 10. Na terenie Polski nie stwierdzono występowania wirusa RRV.

144

8. SPIS LITERATURY

1. Aaslyng J.M., Lund J.B., Ehler N., Rosenqvist E. 2003. IntelliGrow: a greenhouse component-based climate control system. Environmental Modelling & Software, 18(7), 657-666. 2. Abou-Awad B.A. 1979. Uber die rotgelbe Tomatenmilbe, Aculops lycopersici (Massee) (Acari, Eriophyidae), in Agypten. Anz Schadlingskd Pfl 52:153-156. 3. Abou-Awad B.A., Afia S.I., Al-Azzazy M.M. 2011a. The life-history and bionomics of the apple rust mite Calepitrimerus baileyi (Acari: Eriophyidae). Acarines 5:57-63. 4. Abou-Awad B.A., Al-Azzazy M.M., El-Sawi S.A. 2010. The life-history of the peach silver mite, Aculus fockeui (Acari: Eriophyidae). Egypt Arch Phytopathol Plant Prot 43:384-389. 5. Abou-Awad B.A., El-Sawaf B.M., Reda A.S., Abdel-Khalek A.A. 2000. Environmental management and biological aspects of the two eriophyoid fig mites Aceria ficus (Cotte) and Rhyncaphytoptus ficifoliae Keifer in Egypt. Anz Schadlingskunde 73:5-12. 6. Abou-Awad B.A., Metwally A.M., Al-Azzazy M.M. 2005. Environmental management and biological aspects of two eriophyoid olive mites in Egypt: Aceria oleae and Tegolophus hassani. Z. Pflanzenkr. Pflan-zenschutz 112:287-303. 7. Abou-Awad B.A., Metwally A.S., Al-Azzazy M.M. 2011b. Environmental management and biological aspects of two eriophyid mango mites in Egypt: Aceria mangiferae and Metaculus mangiferae. Acarologia 51:481-497. 8. Adams S.R., Valdes V.M., Hamer P.J.C., Bailey B.J. 2000. Spatial variation and comparison of yields of tomatoes grown in small experimental compartments with those in large commercial units. In International Conference and British-Israeli Workshop on Greenhouse Techniques towards the 3rd Millennium 534, pp. 93-100. 9. Allen J.C., Yang Y., Knapp J.L. 1995. Temperature effects on development and fecundity of the citrus rust mite (Acari: Eriophyidae). Environ Entomol 24:996-1004. 10. Allington W.B., Staples R., Viehmeyer G. 1968. Transmission of rose rosette virus by the eriophyid mite Phyllocoptes fructiphilus. Journal of Economic Entomology, 61(5), 1137- 1140.

145

11. Amrine Jr J.W. 2002. Multiflora rose. In: Driesche F.V., Blossey B., Hoodle M., Lyon S., Reardon R. (eds) Biological control of invasive plants in the eastern United States. USDA, Morgantown, West Virginia FHTET-2002-04:1-413. 12. Amrine Jr J.W. 2014. What happens to Phyllocoptes fructiphilus in winter? American Rose, 42(12), 118. 13. Amrine Jr J.W., De Lillo E. 2003. Catalog of the Eriophyoidea. A working catalog of the eriophyoidea of the world. Digital Version in Filemaker Pro 4. 14. Amrine Jr J.W., Hindal D.F., Stasny T.A., Williams R.L., Coffman C.C. 1988. Transmission of the rose rosette disease agent to Rosa multiflora by Phyllocoptes fructiphylus (Acari: Eriophyidae). Entomol. News 99, 239-252. 15. Amrine Jr J.W., Manson D.C.M. 1996. Preparation, mounting and descriptive study of eriophyoid mites. W: Lindquist E.E., Sabelis M.W., Bruin J. (wyd.), Eriophyoid mites – their biology, natural enemies and control. Elsevier, Amsterdam, pp. 383-396. 16. Amrine Jr J.W., Stasny T.A. 1994. Catalog of the Eriophyoidea (Acarina: Prostigmata) of the World. Indira Publishing House, West Bloomfield, USA. pp. ix + 798. 17. Amrine Jr J.W., Stasny T.A. 1996. Corrections to the catalog of the Eriophyoidea (Acarina: Prostigmata) of the world. International Journal of Acarology, 22(4), 295-304. 18. Amrine Jr J.W., Stasny T.A., Flechtmann C.H.W. 2003. Revised keys to world genera of Eriophyoidea (Acari: Prostigmata). Indira Publishing House, West Bloomfield. 19. Andrewartha H.G., Birch L.C. 1954. The distribution and abundance of animals. University of Chicago Press, Chicago, IL. 20. Ansaloni T., Perring T.M. 2004. Biology of Aceria guerreronis (Acari: Eriophyidae) on queen palm, Syagrus romanzoffiana (Arecaceae). International Journal of Acarology 30:63-70. 21. Arnold M.L. 1997. Natural hybridization and evolution. Oxford University Press. 22. Attwa W.A., El-Laithy A.Y.M., EL-Saiedy E.M., Abd-Elrahaman S.E., Sadek H.E.S. 2011. Cross breeding between the two spider mites Tetranychus urticae Koch and Tetranychus cucurbitacearum (Sayed) in Egypt. Acarines, 5:47-49. 23. Auger P., Migeon A., Ueckermann E.A., Tiedt L., Navarro M.N. 2013. Evidence for synonymy between Tetranychus urticae and Tetranychus cinnabarinus (Acari, Prostigmata, Tetranychidae): Review and new data. Acarologia, 53(4), 383-415.

146

24. Babu B., Dankers H., Newberry E., Baker C., Schubert T., Knox G., Paret M. 2014. First Report of Rose rosette virus Associated with Rose Rosette Disease Infecting Knockout Roses in Florida. Plant Disease, 98(10), 1449-1449. 25. Bagdasarian A.T. 1967. Chetirekhnogie kleshchi semyachkovikh plodovikh Armenii (Acarina, Eriophyidae). Akad. Nauk Armyanskoi SSR, Biol. Zhurn. Armenii, 20(8): 71- 81. 26. Baker E.W., Kono T., Amrine Jr J.W., Delfinado-Baker M., Stasny T.A. 1996. Eriophyoid mites of the United States. Indira Publishing House, Michigan, USA, 282 pp. 27. Bakker J.C., Van Uffelen J.A.M. 1988. The effects of diurnal temperature regimes on growth and yield of glasshouse sweet pepper. Netherlands Journal of Agricultural Science. 28. Beckman K.B., Ames B.N. 1998. Mitochondrial Aging: Open Questionsa. Annals of the New York Academy of Sciences, 854(1), 118-127. 29. Belliure B., Montserrat M., Magalhães S. 2010. Mites as models for experimental evolution studies. Acarologia, 50(4), 513. 30. Bendahmane M., Dubois A., Raymond O., Le Bris M. 2013. Genetics and genomics of flower initiation and development in roses. Journal of Experimental Botany 64: 847-857. 31. Ben-David T., Gerson U., Morin S. 2009. Asymmetric reproductive interference between two closely related spider mites: Tetranychus urticae and T. turkestani (Acari: Tetranychidae). Experimental and Applied Acarology, 48(3), 213-227. 32. Birch A.N.E., Begg G.S., Squire G.R. 2011. How agro-ecological research helps to address food security issues under new IPM and pesticide reduction policies for global crop production systems. Journal of Experimental Botany, 62(10), 3251-3261. 33. Birch L.C. 1948. The intrinsic rate of natural increase of an insect population. Journal of Animal Ecology 17:15-26. 34. Bloom T.J., Tsujita M.J. 2003. Cut rose production. W: Roberts A.V., Debener T., Gudin S. (wyd.), Encyclopedia of rose science. Volumes 1-3, (Oxford, Elsevier Science), pp. 594- 600. 35. Bocian M. 2011. Fauna szpecieli (Acari: Eriophyoidea) zasiedlających róże oraz wybrane elementy bionomii gatunku Phyllocoptes adalius Keifer. Praca magisterska, Warszawa: SGGW, 69 s. 36. Boczek J. 1964. Studies on Eriophyid mites of Poland. III. Ann. Zool. Pol. Akad. Nauk, 22(11): 221-236.

147

37. Boczek J. 1969. Studies of mites (Acarina) living on plants in Poland. X. Bulletin de L’Academie Polonaise Des Sciences, 17, 387-392. 38. Boczek J. 1980. Zarys akarologii rolniczej. Wyd. PWN, Warszawa, 387 pp. 39. Boczek J. 1995. Eriophyid Mites (Acari:Eriophyoidea) As Agents of Biological Weed Control. The Acari; Physiological and Ecological Aspects of Acari-Host Relationships, pp. 601-605. 40. Boczek J. 1999. Zarys Akarologii Rolniczej. Wyd. PWN, Warszawa, 358 pp. 41. Boer R. de 1985. Reproductive barriers. W: Helle W., Sabelis M.W. (wyd.), Spider mites: their biology, natural enemies and control. Amsterdam: Elsevier Science Publishers B.V. p. 193-200. 42. Bonato O., Gutierrez J. 1996. Reproductive strategy of two major mite pests on cassava in Africa. Annals of the Entomological Society of America, 89:676-680. 43. Bonato O., Gutierrez J. 1999. Effect of mating status on the fecundity and longevity of four spider mite species (Acari: Tetranychidae). Experimental and Applied Acarology 23:623- 632. 44. Bragard C., Caciagli P., Lemaire O., Lopez-Moya J.J., MacFarlane S., Peters D., Susi P., Torrance L. 2013. Status and prospects of plant virus control through interference with vector transmission. Annual Review of Phytopathology, 51, pp. 177-201. 45. Bronner R., Westphal E., Dreger F. 1989. Chitosan, a component of the compatible interaction between Solanum dulcamara L. and the gall mite Eriophyes cladophthirus Nal. Physiological and Molecular Plant Pathology 34:117-130. 46. Brown T. 1994. United States distribution of rose rosette disease. W: Epstein A. Hill J.H. (wyd.), Proceedings of International Symposium “Rose Rosette and Other Eriophyid Mite- transmitted Plant Disease Agents of Uncertain Etiology,” Iowa State University, Ames, Iowa, USA pp. 53-56. 47. Brzeziński T. 2010. Mieszańce międzygatunkowe – ślepa uliczka ewolucji? Wiadomości Ekologiczne, 4(56). 48. Bullini L. 1994. Origin and evolution of animal hybrid species. Trends in Ecology & Evolution, 9(11), 422-426. 49. Bush A.O., Lafferty K.D., Lotz J.M., Shostak A.W. 1997. Parasitology meets ecology on its own terms: Margolis et al. revisited. The Journal of Parasitology, 575-583.

148

50. Caglayan K., Elci E., Serce C.U., Kaya K., Gazel M., Medina V. 2012. Detection of Fig mosaic virus in viruliferous eriophyid mite Aceria ficus. Journal of Plant Pathology, 94(3), 629-634. 51. Carew M., Schiffer M., Umina P., Weeks A., Hoffmann A. 2009. Molecular markers indicate that the wheat curl mite, Aceria tosichella Keifer, may represent a species complex in Australia. Bulletin of Entomological Research, 99(5), 479. 52. Casey C., Newman J., Robb K., Tjosvold S., MacDonald J., Parrella M. 2007. IPM program successful in California greenhouse cut roses. California Agriculture, 61(2), 71-78. 53. Casey C.A., Parrella M.P. 2005. Evaluation of a mechanical dispenser and interplant bridges on the dispersal and efficacy of the predator, Phytoseiulus persimilis (Acari: Phytoseiidae) in greenhouse cut roses. Biological Control, 32(1), 130-136. 54. Cheng S., Kirton L.G., Panandam J.M., Siraj S.S., Ng K.K.S., Tan S.G. 2011. Evidence for a higher number of species of Odontotermes (Isoptera) than currently known from Peninsular Malaysia from mitochondrial DNA phylogenies. PloS one, 6(6), e20992. 55. Cieślińska M., Tartanus M. 2014. Molecular diversity of Raspberry leaf blotch virus – a new pathogen of Rubus sp. plants in Poland. W: Book of Abstracts of the 11th Conferenceof the European Foundation for Plant Pathology. Krakow, Poland, p. 162. 56. Connors I.L. 1941. Twentieth Annual Report of The Canadian Plant Disease Survey, 1940. p. 98. 57. Courtin O., Fauvel G., Leclant F. 2000. Temperature and relative humidity effects on egg and nymphal development of Aceria tulipae (K.) (Acari: Eriophyidae) on garlic leaves (Allium sativum L.). Annals of Applied Biology, 137(3), 207-211. 58. Coyne J.A., Orr H.A. 1997. "Patterns of speciation in Drosophila" revisited. Evolution, 51(1), 295-303. 59. Craemer C. 2010. A systematic appraisal of the Eriophyoidea (Acari: Prostigmata). PhD Dissertation, Faculty of Natural and Agricultural Sciences, University of Pretoria, Pretoria, South Africa. 60. Crow J.F., Kimura M. 1970. An introduction to population genetics theory. An introduction to population genetics theory. 61. Dabert J., Ehrnsberger R., Dabert M. 2008. Glaucalges tytonis sp. n. (Analgoidea, Xolalgidae) from the barn owl Tyto alba (Strigiformes, Tytonidae): compiling morphology with DNA barcode data for taxon descriptions in mites (Acari). Zootaxa, 1719(11). 62. Darwin C. 1859. The origin of species. Reprint. New York: Modern Library.

149

63. De Boer R.D., Veerman A. 1983. A case of hybrid inviability in the two-spotted spider mite, Tetranychus urticae. Entomologia Experimentalis et Applicata, 34(1), 127-128. 64. de Lillo E. 1991. Preliminary observations of ovoviviparity in the gall-forming mite, Aceria caulobius (Nal.) (Eriophyoidea: Eriophyidae). W: Schuster R., Murphy P.W. (wyd.), The Acari - Reproduction, development and life-history strategies. Chapman and Hall, London, UK, pp. 223-229. 65. de Lillo E., Craemer C., Amrine Jr J.W. Nuzzaci G. 2010. Recommended procedures and techniques for morphological studies of Eriophyoidea (Acari: Prostigmata). Experimental and Applied Acarology, 51, 283-307. 66. De Vries D.P., Dubois L.A.M. 1996. Rose breeding: past, present, prospects. Acta Horticulturae 424: 241-248. 67. De Vries D.P., Smeets L., Dubois L.A. 1982. Interaction of temperature and light on growth and development of hybrid tea-rose seedlings, with reference to breeding for low-energy requirements. Scientia Horticulturae, 17(4), 377-382. 68. Debener T., Byrne D.H. 2014. Disease resistance breeding in rose: current status and potential of biotechnological tools. Plant Sci. 228, 107-117. 69. De-Millo A.P. 1967. Dimorphism of males of fourlegged mites (Acarina, Eriophidae). Vestnik, Leningrad University, 3, 26-33. 70. DeSalle R., Egan M.G., Siddall M. 2005. The unholy trinity: taxonomy, species delimitation and DNA barcoding. Philosophical Transactions of the Royal Society of London B: Biological Sciences, 360(1462), 1905-1916. 71. Descimon H., Mallet J. 2009. Bad species. Ecology of butterflies in Europe, 219-249. 72. Di Bello P.L., Ho T., Tzanetakis I.E. 2015. The evolution of emaraviruses is becoming more complex: seven segments identified in the causal agent of Rose rosette disease. Virus research, 210, 241-244. 73. Di Bello P.L., Laney A.G., Druciarek T., Ho T., Gergerich R.C., Keller K.E., Martin R.R., Tzanetakis I.E. 2016. A novel emaravirus is associated with redbud yellow ringspot disease." Virus Research, vol. 222, p. 41-47. 74. Dicke M., Sabelis M.W., De Jong M., Alers M.P.T. 1990. Do phytoseiid mites select the best prey species in terms of reproductive success? Experimental and Applied Acarology 8:161-173.

150

75. Dieleman J.A., Meinen E. 2007. Interacting effects of temperature integration and light intensity on growth and development of single-stemmed cut rose plants. Scientia Horticulturae, 113(2), 182-187. 76. Dingle H. 1981. Geographic variation and behavioral flexibility in milkweed bug life histories. W: Denno R.F., Dingle H. (wyd.), Insect life history patterns. Springer, New York, pp. 57-73. 77. Domes R. 2000. Four new species of Eriophyoidea on Prunus domestica, Rosa canina, Rubus caesius and Prunus padus: Rhinophytoptus domestica n. sp., Paraphytoptus rosae n. sp., Diptacus caesius n. sp. and Eriophyes padi n. sp. Acarologia, 40(3), 306-319. 78. Doolittle W.F. 1999. Phylogenetic classification and the universal tree. Science, 284(5423), 2124-2128. 79. Dosse G. 1963. The Course of an Experimental Crossing Between" Tetranychus dianthica" Dosse and "T. telarius" Koch (-"Cinnabarinus" Boisduval). Impr. La Concorde. 80. Doudrick R.L. 1984. Etiological studies of rose rosette. M. S. thesis, University of Missouri, Columbus, Missouri, USA. 81. Doudrick R.L., Enns W.R., Brown M.F., Millikan D.F. 1986. Characteristics and role of the mite, Phyllocoptes fructiphylus (Acari: Eriophyidae) in the etiology of rose rosette. Entomol. News. 97, 163-168. 82. Dowling T.E., Secor C.L. 1997. The role of hybridization and introgression in the diversification of animals. Annual Review of Ecology and Systematics, 593-619. 83. Druciarek T., Kozak M., Maroufpoor M., Lewandowski M. 2016. Morphological variability of Phyllocoptes adalius female forms (Acari: Eriophyoidea), with a supplementary description of the species. Systematic and Applied Acarology, 21(2), 181- 194. 84. Druciarek T., Lewandowski M. 2016a. A new species in the genus Phyllocoptes Nalepa (Eriophyidae) from greenhouse roses in Poland. Acarologia, 56(2), 225-235. 85. Druciarek T., Lewandowski M. 2016b. A new species of eriophyoid mite (Acari: Eriophyoidea) on Rosa sp. from Israel. Zootaxa, 4066(3), 323-330. 86. Druciarek T., Lewandowski M., Kozak M. 2014. Demographic parameters of Phyllocoptes adalius (Acari: Eriophyoidea) and influence of insemination on female fecundity and longevity. Experimental and Applied Acarology, 63(3), 349-360. 87. Dugan R.F. 1960. Multiflora rose in West Virginia. West Virginia Agricultural Experimental Station Bulletin 447:1-34.

151

88. Duso C., de Lillo E. 1996. Grape. W: Lindquist E.E., Sabelis M.W., Bruin J. (wyd.), Eriophyoid mites – their biology, natural enemies and control. Elsevier, Amsterdam, pp. 571-582. 89. Ebrahim H.M. 2000. Influence of temperature and relative humidity on the biology and life table parameters of Phyllocoptruta oleivora and Aculops pelekassi (Acari: Eriophyidae) on "Hamlin" orange in Central Florida. Egyptian Journal of Agricultural Research, 78(1), 143- 161. 90. Edmands S. 2002. Does parental divergence predict reproductive compatibility? Trends in Ecology and Evolution, 17(11), 520-527. 91. Elbeaino T., Digiaro M., Uppala M., Sudini H. 2015. Deep sequencing of dsRNAs recovered from mosaic-diseased pigeonpea reveals the presence of a novel emaravirus: pigeonpea sterility mosaic virus 2. Archives of Virology, 160(8), 2019-2029. 92. Elbeaino T., Whitfield A., Sharma M., Digiaro M. 2013. Emaravirus-specific degenerate PCR primers allowed the identification of partial RNA-dependent RNA polymerase sequences of Maize red stripe virus and Pigeonpea sterility mosaic virus. Journal of Virological Methods, 188(1), 37-40. 93. Epstein A.H. Hill J.H. 1995b. Field augmentation of rose rosette disease: Results and risk assessment. W: Epstein A.H., Hill J.H. (wyd.), Proceedings of the International Symposium: Rose Rosette and Other Eriophyid Mite-transmitted Disease Agents of Uncertain Etiology. Iowa State University Press, Ames, Iowa, USA, pp. 71-73. 94. Epstein A.H. Hill J.H. 1998. Rose rosette disease. The American Rose Magazine, February issue, pp. 16-17. 95. Epstein A.H., Hill J.H. 1995a. Rose rosette disease – historical aspects and current status. W: Epstein A.H., Hill J.H. (wyd.), Proceedings of the International Symposium: Rose Rosette and Other Eriophyid Mite-transmitted Disease Agents of Uncertain Etiology. Iowa State University Press, Ames, Iowa, USA, pp. 47-51. 96. Epstein A.H., Hill J.H. 1995c. Some physiological and structural changes observed in rose rosette infected plants, W: Epstein A.H., Hill J.H. (wyd.), Proceedings of the International Symposium: Rose Rosette and Other Eriophyid Mite-transmitted Disease Agents of Uncertain Etiology. Iowa State University Press, Ames, Iowa, USA, pp. 67-69. 97. Epstein A.H., Hill J.H. 1995d. The biology of rose rosette disease: A mite-associated disease of uncertain etiology. Journal of Phytopathology 143: 247-250.

152

98. Epstein A.H., Hill J.H. 1997. Regional Research Project, S-268, Evaluation and Development of Plant Pathogens for Biological Control of Weeds, Annual Report. Auburn, Alabama, USA http:// www.ag.auburn.edu/aaes/S268/s268rep_98.htm (2001). 99. Epstein A.H., Hill J.H. 1999. Status of rose rosette disease as a biological control for multiflora rose. Plant Disease, 83(2), 92-101. 100. Epstein A.H., Hill J.H., Nutter Jr F.W. 1997. Augmentation of rose rosette disease for the biocontrol of multiflora rose. Weed Science 45:172-178. 101. Epstein A.H., Hill J.H., Obrycki J.J. 1993. Rose rosette disease. Iowa State University, University Extension Pamphlet, PM-1532. 102. Farkas H.K. 1966. Gubacsatkak Eriophyidae (115 Abrával). XVIII Kötet, Arachnoidea. Magyarorszag Allatvilaga, Fauna Hungariae 81, Akademiai Kiado, Budapest. 15 Füzet: 1-164. 103. Felsenstein J. 1985. Confidence limits on phylogenies: an approach using the bootstrap. Evolution, 39:783-791. 104. Fenton B., Birch A.N.E., Malloch G., Lanham P.G., Brennan R.M. 2000. Gall mite molecular phylogeny and its relationship to the evolution of plant host specificity. Experimental and Applied Acarology, 24(10-11), 831-861. 105. Folmer O., Black M., Hoeh W., Lutz R., Vrijenhoek R. 1994. DNA primers for amplification of mitochondrial cytochrome c oxidase subunit I from diverse metazoan invertebrates. Molecular Marine Biology and Biotechnology, 3, 294-299. 106. Gergerich R.C., Welliver R.A., Gettys S., Osterbauer N.K., Kamenidou S., Martin R.R., Golino D.A., Eastwell K., Fuchs M., Vidalakis G., Tzanetakis I.E. 2015. Safeguarding fruit crops in the age of agricultural globalization. Plant Disease, 99(2), 176-187. 107. Gerson U., Smiley R.L., Ochoa R. 2003. Mites (Acari) for pest control. Blackwell, Oxford 108. Gondim Jr M.G.C., de Moraes G.J. 2003. Life cycle of Retracrus johnstoni Keifer (Acari: Phytoptidae). Neotropical Entomology 32:197-201 109. Gotoh T., Tokioka T. 1996. Genetic compatibility among diapausing red, non-diapausing red and diapausing green forms of the two-spotted spider mite, Tetranychus urticae Koch (Acari: Tetranychidae). Japanese Journal of Entomology, 64:215-225. 110. Grant P.R., Grant B.R., Petren K. (2005). Hybridization in the recent past. The American Naturalist, 166(1), 56-67. 111. Grant P.R., Grant R. 1992. Hybridization of bird species. Science, 256(5054), 193.

153

112. Griffiths H.M. (2016) War on the Roses. Grower Talks Magazine. Artykuł dostępny online: http://www.ballpublishing.com/GrowerTalks/ViewArticle.aspx?articleID=22185&highli ght 113. Gu C., Robertson K.R. 2003. Rosa L. W: Flora of China Editorial Team (wyd.), Flora of China. St. Louis Missouri Botanical Garden Press, volume 9, pp. 339-381. 114. Gudin S. 2001. Rose breeding technologies. Acta Hortic., 547: 23-26. 115. Guindon S., Dufayard J.F., Lefort V., Anisimova M., Hordijk W., Gascuel O. 2010. New algorithms and methods to estimate maximum-likelihood phylogenies: assessing the performance of PhyML 3.0. Syst Biol. 59:307-321. 116. Gutierrez J., Van Zon A.Q. 1973. A comparative study of several strains of the Tetranychus neocaledonicus complex and sterilization test of males by X-rays Entomologia Experimentalis et Applicata, 16:123-134 117. Hadwiger A.L. 2008. Pea-Fusarium solani interactions contributions of a system toward understanding disease resistance. Phytopathology, 98, 372-379. 118. Hadwiger A.L. 2013. Multiple effects of chitosan on plant systems: solid science or hype. Plant Sci., 208, pp. 42-49. 119. Hajibabaei M., Singer G.A., Hebert P.D., Hickey D.A. 2007. DNA barcoding: how it complements taxonomy, molecular phylogenetics and population genetics. Trends in Genetics, 23(4), 167-172. 120. Haque M.M., Kawai A. 2002. Distribution pattern of tomato russet mite, Aculops lycopersici (Massee) (Acari: Eriophyoidea) on tomato leaf. University Journal of Zoology, Rajshahi University, 21, 57-58. 121. Haque M.M., Kawai A. 2003. Effect of temperature on development and reproduction of the tomato russet mite, Aculops lycopersici (Massee) (Acari: Eriophyidae). Appl Entomol Zool 38(1):97-101. 122. Hasegawa M., Kishino H., Yano T. 1985. Dating of the human-ape splitting by a molecular clock of mitochondrial DNA . Journal of Molecular Evolution, 22:160-174. 123. Hebert P.D., Penton E.H., Burns J.M., Janzen D.H., Hallwachs W. 2004. Ten species in one: DNA barcoding reveals cryptic species in the neotropical skipper butterfly Astraptes fulgerator. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America, 101(41), 14812-14817.

154

124. Hebert P.D., Ratnasingham S., de Waard J.R. 2003. Barcoding animal life: cytochrome c oxidase subunit 1 divergences among closely related species. Proceedings of the Royal Society of London B: Biological Sciences, 270(Suppl 1), S96-S99. 125. Hein G.L., French R., Siriwetwiwat B., Amrine J.W. 2012. Genetic characterization of North American populations of the wheat curl mite and dry bulb mite. Journal of Economic Entomology, 105(5), 1801-1808. 126. Heinrichs F. 2008. International statistics flowers and plants. AIPH/Union Fleurs 56: 16- 90. 127. Helle W., Wysoki M. 1996. Arrhenotokus parthenogenesis. W: Lindquist E.E., Sabelis M.W., Bruin J. (wyd.), Eriophyoid mites: their biology, natural enemies, and control. Elsevier Science, Amsterdam, The Netherlands, pp. 169-172. 128. Hillocks R.J. 2012. Farming with fewer pesticides: EU pesticide review and resulting challenges for UK agriculture. Crop Protection, 31, pp. 85-93. 129. Hindal D.F., Amrine Jr J.W., Williams R.L., Stasny T.A. 1988. Rose rosette disease on multiflora rose (Rosa multiflora) in Indiana and Kentucky. Weed Technology 2: 442-444. 130. Hindal D.F., Wong S.M. 1988. Potential biocontrol of multiflora rose, Rosa multiflora. Weed Technology 2: 122-131. 131. Hobza R.F., Jeppson L.R. 1974. A temperature and humiditystudy of citrus rust mite employing a constant humidity air-flow technique. Environmental Entomology, 3/813-822. 132. Hogenhout S.A., Ammar E.D., Whitfield A.E., Redinbaugh M.G. 2008. Insect vector interactions with persistently transmitted viruses. Annu. Rev. Phytopathol., 46, 327-359. 133. Hoy M. 2013. Eriophyid mite vector of Rose Rosette Disease (RRD), Phyllocoptes fructiphilus Keifer (Arachnida: Acari: Eriophyidae). University of Florida. Available from http://entnemdept.ufl.edu/creatures/ORN/ph_fructiphilus.htm (25 września 2015). 134. Iritri M., Faoro F. 2009. Chitosan as a MAMP, searching for a PRR. Plant , Signal. Behav. 4:66-68. 135. Jacob H.S., Evans E.W. 2000. Influence of carbohydrate foods and mating on longevity of the parasitoid Bathyplectes curculionis (Hymenoptera: Ichneumonidae). Environmental Entomology 29(5):1088-1095. 136. Janssen A., Sabelis M.W. 1992. Phytoseiid life-histories, local predator-prey dynamics, and strategies for control of tetranychid mites. Experimental and Applied Acarology, 14:233-250.

155

137. Jerzy M., 2006. Kwiaty cięte uprawiane pod osłonami. PWRiL, 336 s., ISBN: 83-09- 01826-6. 138. Jerzy M., Baranowski T. 2005. Róże pod osłonami. Warszawa: Hortpress, 112 s. ISBN 83- 89-21196-3. 139. Jesse L.C., Moloney K.A., Obrycki J.J. 2006. Abundance of arthropods on the branch tips of the invasive plant, Rosa multiflora (Rosaceae). Weed biology and management, 6(4), 204-211. 140. Jones A.T., Kumar P.L., Saxena K.B., Kulkarni N.K., Muniyappa V., Waliyar F. 2004. Sterility mosaic disease: the ‘green plague’ of pigeonpea. Plant Disease, 88, 436-445. 141. Kamali H., Doryanizadeh N., Akrami M.A. 2015. First record of the genus Acerimina Keifer (Acari: Eriophyidae) from Iran with description of a new species. Persian Journal of Acarology, 4(1). 142. Kassar A., Amrine Jr J.W. 1990. Rearing and development of Phyllocoptes fructiphilus (Acari: Eriophyidae). Entomological News 101(5):276-282. 143. Keifer H.H. 1939a. Eriophyid Studies VII. Bulletin of the California Department of Agriculture, 28: 484-505. 144. Keifer H.H. 1939b. Eriophyid Studies IV. Bulletin of the California Department of Agriculture, 28: 223-239. 145. Keifer H.H. 1940. Eriophyid Studies VIII. Bulletin of the California Department of Agriculture: 29: 21-46. 146. Keifer H.H. 1960. Eriophyid Studies B.1. Bureau of Entomology, California Department of. Agriculture, Special publication: 1-20. 147. Keifer H.H. 1972. Eriophyid Studies C-7. United States Department of Agriculture, Agricultural Research Service, 24 pp. 148. Keifer H.H. 1975. Eriophyoidea Nalepa. Injurious eriophyoid mites. W: Jeppson L.R., Keifer H.H., Baker E.W. (wyd.), Mites injurious to economic plants. University of California Press, Berkeley, pp. 327-533. 149. Kennedy G.G., Smitley D.R. 1985. Dispersal. W: Helle W., Sabelis M.W. (wyd.), Spider mites – their biology, natural enemies and control. Elsevier, Amsterdam, 1A, pp. 233-242. 150. Kimura M. 1980. A simple method for estimating evolutionary rates of base substitutions through comparative studies of nucleotide sequences. Journal of Molecular Evolution, 16:ll l-120.

156

151. Köhle H., Jeblick W., Poten F., Blaschek W., Kauss H. 1985. Chitosan-elicited callose synthesis in soybean cells: a Ca2+-dependent process. Plant Physiology, 77, 544-551. 152. Kozak M. 2009. Analyzing one-way experiments: a piece of cake or a pain in the neck? Scientia Agricola, 66(4):556-562. 153. Kozłowski J. 1998. Czynniki warunkujące wrażliwość odmian jabłoni i reakcja odmian na pordzewiacza jabłoniowego – Aculus schlechtendali (Nalepa). Rozprawy Naukowe Instytutu Ochrony Roslin w Poznaniu 2, 119 pp. 154. Kryczyński S. 2010. Wirusologia roślinna. Wydawnictwo Naukowe PWN, Warszawa. 155. Krzanowski W.J. 2000. Principles of multivariate analysis – a user’s perspective. Oxford University Press, Oxford. 156. Kuang H.Y. 1995. Economic insect fauna of China. Fasc. 44 (Acari: Eriophyoidea) (1). Science Press, Beijing, China. 110 pp. 157. Łabanowska B.H., Piotrowski W., Gruchała M. 2015. Wielkopąkowiec porzeczkowy – Cecidophyopsis ribis (Westw.), szkodliwość oraz możliwości zwalczania przy użyciu fenpiroksymatu (Ortus 05 SC) [Blackcurrant gall mite – Cecidophyopsis ribis (Westw.), harmfulness and possibility to control with fenpyroximate (Ortus 05 SC)] Progress in Plant Protection, Postępy w Ochronie Roślin 55(3). 158. Łabanowski G. 2009. Pests of ornamental plants introduced to Polish glasshouses. Progress in Plant Protection, 49(4), 1714-1723. 159. Laney A.G., Keller K.E., Martin R.R., Tzanetakis I.E. 2011. A discovery 70 years in the making: characterization of the rose rosette virus. Journal of General Virology, 92:1727- 1732. 160. Lesing K. 2012. Charakterystyka zmian na światowym rynku róż ciętych. Praca magisterska, Wydział Ogrodnictwa i Architektury Krajobrazu. Samodzielna Pracownia Organizacji i Ekonomiki Ogrodnictwa. SGGW w Warszawie, 105 s. 161. Lesing K., (2011). Rachunek ekonomiczny w produkcji róż szklarniowych na przykładzie wybranego gospodarstwa. Jabłońska, Lilianna. Wydział Ogrodnictwa i Architektury Krajobrazu. Samodzielna Pracownia Organizacji i Ekonomiki Ogrodnictwa. Praca inżynierska, SGGW, Warszawa, 63 s. 162. Lewandowski M., Skoracka A., Szydło W., Kozak M., Druciarek T., Griffiths D.A. 2014. Genetic and morphological diversity of Trisetacus species (Eriophyoidea: Phytoptidae) associated with coniferous trees in Poland: phylogeny, barcoding, host and habitat specialization. Experimental and Applied Acarology, 63(4), 497-520.

157

163. Lewontin R.C. 1965. Selection for colonizing abilitty. Proceedings of the First International Union of Biological Sciences Symposia on General Biology, Academic Press, pp. 77-94. 164. Li H.S., Xue X.F. Hong X.Y. 2014. Homoplastic evolution and host association of Eriophyoidea (Acari, Prostigmata) conflict with the morphological-based taxonomic system. Molecular Phylogenetics and Evolution, 78, pp.185-198. 165. Li J.W., Wang Z.H., Xue X.F. Zhang J.P. 2015. Three new species of eriophyoid mites (Acari, Eriophyoidea) from Xinjiang Uygur Autonomous Region, China. ZooKeys, 508, 97-111. 166. Lin F., Kuang H. 2001. Two new species of the Phyllocoptinae from China (Acari: Eriophyidae). Zhuxing xuebao, 10(2), 12-14. 167. Lin Y.H., Liang H.F., Chung C.K., Chen M.C., Sung H.W. 2005. Physically crosslinked alginate/N,O-carboxymethyl chitosan hydrogels with calcium for oral delivery of protein drugs. Biomaterials 26, 2105-2113. 168. Lindquist E.E. 1996. External anatomy and notation of structures. W: Lindquist E.E., Sabelis M.W. Bruin J. (wyd.), Eriophyoid Mites – Their Biology, Natural Enemies and Control. World Crop Pests Vol 6. Elsevier Science Publishing, Amsterdam, The Netherlands, pp. 3-31. 169. Lindquist E.E., Amrine Jr J.W. 1996. Systematics, diagnoses for major taxa, and keys to families and genera with species on plant of economic importance. W: Lindquist E.E., Sabelis M.W., Bruin J. (wyd.), Eriophyoid Mites – Their Biology, Natural Enemies and Control. World Crop Pests, Vol 6, Elsevier Science Publishing, Amsterdam, pp. 33-87. 170. Lindquist E.E., Oldfield G.N. 1996. Evolution of eriophyoid mites in relation to their host plants. W: Lindquist E.E., Sabelis M.W., Bruin J. (wyd.), Eriophyoid Mites – Their Biology, Natural Enemies and Control. World Crop Pests, Vol 6, Elsevier Science Publishing, Amsterdam, pp. 277-300. 171. Lindquist E.E., Sabelis M.W., Bruin J. 1996. Eriophyoid Mites – Their Biology, Natural Enemies and Control. World Crop Pests, Vol 6, Elsevier Science Publishing, Amsterdam. 172. Liro J.I. 1943. Über neue oder sonst bemerkenswerte finnische Eriophyiden (Acarina). Annales Zoologici Societatis Zoologicae-Botanicae Fennicae 'Vanamo', 9(3), 1-50. 173. Liro J.I., Roivainen H. 1951. Äkämäpunkit Eriophyidae. Suomen Eläimet. Anim. Fenn., 6. Poorvo-Helsinki, W. Söderström Osakeyhtiö: 1-281.

158

174. Lowry D.B., Modliszewski J.L., Wright K.M., Wu C.A., Willis J.H. 2008. The strength and genetic basis of reproductive isolating barriers in flowering plants. Philosophical Transactions of the Royal Society of London B: Biological Sciences, 363(1506), 3009- 3021. 175. Maia de H.N., Luiz A.J., Campanhola C. 2000. Statistical inference on associated fertility life table parameters using jackknife technique: computational aspects. Journal of Economic Entomology, 93(2), 511-518. 176. Mallet J. 2005. Hybridization as an invasion of the genome. Trends in Ecology & Evolution, 20(5), 229-237. 177. Mallet J. 2008. Hybridization, ecological races and the nature of species: empirical evidence for the ease of speciation. Philosophical Transactions of the Royal Society of London B: Biological Sciences, 363(1506), 2971-2986. 178. Mallet J., McMillan W.O., Jiggins C.D. 1998. Mimicry and warning color at the boundary between races and species. Endless forms: species and speciation, 390-403. 179. Manson D.C.M., Gerson U. 1996. Web spinning, wax secretion and liquid secretion by eriophyoid mites. W: Lindquist E.E., Sabelis M.W., Bruin J. (wyd.), Eriophyoid Mites – Their Biology, Natural Enemies and Control. World Crop Pests, Vol 6, Elsevier Science Publishing, Amsterdam, pp. 251-258. 180. Manson D.C.M., Oldfield G.N. 1996. Life forms, deuterogyny, diapause and seasonal development. W: Lindquist E.E., Sabelis M.W., Bruin J. (wyd.), Eriophyoid Mites – Their Biology, Natural Enemies and Control. World Crop Pests, Vol 6, Elsevier Science Publishing, Amsterdam, pp. 173-182. 181. Marosz A. 2014. Kwiaty cięte róż – produkcja i handel w 2012 r. Rośliny Ozdobne, 8. 182. Matsuda T., Fukumoto C., Hinomoto N., Gotoh T. 2013. DNA-based identification of spider mites: molecular evidence for cryptic species of the genus Tetranychus (Acari: Tetranychidae). Journal of Economic Entomology, 106(1), 463-472. 183. Mayr E. 1963. Animal species and evolution (Vol. 797). Cambridge, Massachusetts: Belknap Press of Harvard University Press. 184. Mayr E.1992. A local flora and the biological species concept. American Journal of Botany79:222-238. 185. McGavin W.J., Mitchell C., Cock P.J.A., Wright K.M., MacFarlane S.A. 2012. Raspberry leaf blotch virus, a putative new member of the genus Emaravirus, encodes a novel genomic RNA. Journal of General Virology, 93:430-437.

159

186. McMechan A.J. 2012. Transmission of Triticum mosaic virus and its impact on the biology of the wheat curl mite Aceria tosichella Keifer (Eriophyidae), and an evaluation of management tactics for the wheat curl mite and the wheat-mite-virus complex. M.S. thesis, University of Nebraska-Lincoln. 187. McMechan A.J., Tatineni S., French R., Hein G.L. 2014. Differential transmission of Triticum mosaic virus by wheat curl mite populations collected in the Great Plains. Plant Disease, 98(6), 806-810. 188. McNeil J.E., French R., Hein G.L., Baenziger P.S., Eskridge K.M. 1996. Characterization of genetic variability among natural populations of wheat streak mosaic virus. Phytopathology, 86(11), 1222-1227. 189. Meier R., Shiyang K., Vaidya G., Ng P.K. 2006. DNA barcoding and taxonomy in Diptera: a tale of high intraspecific variability and low identification success. Systematic Biology, 55(5), 715-728. 190. Mielke-Ehret N., Muhlbach H.P. 2012. Emaravirus: a novel genus of multipartite, negative strand RNA plant viruses. Viruses, 4 , pp. 1515-1536. 191. Miller A.D., Skoracka A., Navia D., de Mendonca R.S., Szydło W., Schultz M.B., Smith C.M., Truol G. Hoffmann A.A. 2013. Phylogenetic analyses reveal extensive cryptic speciation and host specialization in an economically important mite taxon. Molecular Phylogenetics and Evolution, 66(3), pp. 928-940. 192. Mironov S.V., Dabert J., Dabert M. 2012. A new feather mite species of the genus Proctophyllodes Robin, 1877 (Astigmata: Proctophyllodidae) from the Long-tailed Tit Aegithalos caudatus (Passeriformes: Aegithalidae) – morphological description with DNA barcode data. Zootaxa, 3253 pp. 54-61. 193. Mohanasundaram M. 1981. Gall mites of the tribe Phytoptini (Acari: Eriophyidae) from South India. Indian Journal of Acarology, 5, 1-20. 194. Momen F.M., Abdel-Khalek A. 2008. Effect of the tomato rust mite Aculops lycopersici (Acari: Eriophyidae) on the development and reproduction of three predatory phytoseiid mites. International Journal of Tropical Insect Science, 28(1):53-57. 195. Naisbit R.E., Jiggins C.D., Mallet J. 2003. Mimicry: developmental genes that contribute to speciation. Evolution and Development, 5(3), 269-280. 196. Nalepa A. 1894. Eine neue Phytoptiden Gattung. Anzeiger der Kaiserlichen Akademie der Wissenschaften, Mathematische-Naturwissenschaftliche Klasse, Wien, 31 (9), 71-72.

160

197. Nalepa A. 1914. Neue Gallmilben. (31 Fort.) Anzeiger der Kaiserlichen Akademie der Wissenschaften, Mathematisch-Naturwissenschaftliche Klasse, Wien, 51 (26), 552-555. 198. Natcheff P.D. 1981. Eriophyid mites of Bulgaria. Bulgarian Academy of Sciences, Doctoral Thesis: 423 pp. 199. Navia D., de Mendonça R.S., Ferragut F., Miranda L.C., Trincado R.C., Michaux J., Navajas M. 2013a. Cryptic diversity in Brevipalpus mites (Tenuipalpidae). Zoologica Scripta, 42(4), 406-426. 200. Navia D., de Mendonça R.S., Skoracka A., Szydło W., KnihinickiD., Hein G.L., da Silva Pereira P.R.V., Truol G., Lau D. 2013b. Wheat curl mite, Aceria tosichella, and transmitted viruses: an expanding pest complex affecting cereal crops. Experimental and Applied Acarology 59: 95-143. 201. Nicetic O., Watson D.M., Beattie G.A.C., Meats A., Zheng J. 2001. Integrated pest management of two-spotted mite Tetranychus urticae on greenhouse roses using petroleum spray oil and the predatory mite Phytoseiulus persimilis. Experimental and Applied Acarology, 25(1), 37-53. 202. Nickel J.L. 1960. Temperature and humidity relationships of Tetranychus desertorum Banks with special reference to distribution. Hilgardia 30:41-100. 203. Nuzzaci G., De Lillo E. 1996. Perspectives on eriophyoid mite research. Entomologica, 30, 73-91. 204. Oldfield G.N. 1970. Mite transmission of plant viruses. Annual Review of Entomology, 15(1), 343-380. 205. Oldfield G.N. 1996. Diversity and host plant specifity. W: Lindquist E.E., Sabelis M.W., Bruin J. (wyd.), Eriophyoid Mites – Their Biology, Natural Enemies and Control. World Crop Pests, Vol 6, Elsevier Science Publishing, Amsterdam, pp. 199-216. 206. Oldfield G.N. 1996. Toxemias and other non-distortive feeding effects. W: Lindquist E.E., Sabelis M.W., Bruin J. (wyd.), Eriophyoid Mites – Their Biology, Natural Enemies and Control. World Crop Pests, Vol 6, Elsevier Science Publishing, Amsterdam, pp. 243-250. 207. Oldfield G.N., Hobza R.F., Wilson N.S. 1970. Discovery and characterization of spermatophores in the Eriophyoidea (Acari). Annals of the Entomological Society of America, 62:269-277. 208. Oldfield G.N., Michalska K. 1996. Spermatophore deposition, mating behaviour and population mating structure. W: Lindquist E.E., Sabelis M.W., Bruin J. (wyd.), Eriophyoid

161

Mites – Their Biology, Natural Enemies and Control. World Crop Pests, Vol 6, Elsevier Science Publishing, Amsterdam, pp. 185-198. 209. Oldfield G.N., Proeseler G. 1996. Eriophyoid mites as vectors of plant pathogens. W: Lindquist E.E., Sabelis M.W., Bruin J. (wyd.), Eriophyoid Mites – Their Biology, Natural Enemies and Control. World Crop Pests, Vol 6, Elsevier Science Publishing, Amsterdam, pp. 259-273. 210. Overmeer W.P.J. 1985. Rearing and handling. W: Lindquist E.E., Sabelis M.W., Bruin J. (wyd.), Eriophyoid Mites – Their Biology, Natural Enemies and Control. World Crop Pests, Vol 6, Elsevier Science Publishing, Amsterdam, pp. 161-170. 211. Padial J.M., De la Riva I. 2009. Integrative taxonomy reveals cryptic Amazonian species of Pristimantis (Anura: Strabomantidae). Zoological Journal of the Linnean Society, 155(1), 97-122. 212. Paquin P., Hedin M. 2004. The power and perils of ‘molecular taxonomy’: a case study of eyeless and endangered Cicurina (Araneae: Dictynidae) from Texas caves. Molecular Ecology, 13(10), 3239-3255. 213. Park H.H., Shipp L., Buitenhuis R. 2010. Predation, development, and oviposition by the predatory mite Amblyseius swirkii (Acari: Phytoseiidae) on tomato russet mite (Acari: Eriophyidae). Journal of Economic Entomology, 103(3), 563-569. 214. Park H.H., Shipp L., Buitenhuis R., Ahn J.J. 2011. Life history parameters of a commercially available Amblyseius swirskii (Acari: Phytoseiidae) fed on cattail (Typha latifolia) pollen and tomato russet mite (Aculops lycopersici). Journal of Asia Pacific Entomology 14:497-501. 215. Pearl T. 1928. The rate of living. University of London Press, London. 216. Pemberton H.B., Kelly J.W., Ferare J. 2003. Pot rose production. W: Roberts A., Debener T., Gudin S. (wyd.), Encyclopedia of Rose Science. Oxford, UK: Elsevier Science, 587- 93. 217. Pinheiro J.C., Bates D.M. 2000. Linear mixed-effects models: basic concepts and examples. Mixed-effects models in S and S-Plus, 3-56. 218. Piotrowski W., Łabanowska B.H. 2014. Wybrane problemy ochrony roślin jagodowych przed szkodnikami. 57 Ogólnopolska konferencja ochrony roślin sadowniczych, Ossa, pp. 109-114.

162

219. Pluta S., Żurawicz E., Malinowski T., Gajek D. 2000. Breeding of blackcurrant (Ribes nigrum L.) resistant to gall mite and reversion virus. Eucarpia symposium on fruit breeding and genetics. Acta Horticulturae 538: 463-468. 220. Poudel B., Wintermantel W.M., Cortez A.A., Ho T., Khadgi A., Tzanetakis I.E. 2013. Epidemiology of Blackberry yellow vein associated virus. Plant Disease, 97, pp. 1352- 1357. 221. Price T.D., Bouvier M.M. 2002. The evolution of F1 postzygotic incompatibilities in birds. Evolution, 56(10), 2083-2089. 222. Quinn G.P., Keough M.J. 2002. Experimental design and data analysis for biologists. Cambridge University Press. 223. R Development Core Team 2015. R: A language and environment for statistical computing. R Foundation for Statistical Computing, Vienna, Austria. ISBN 3-900051-07-0, URL http://www.R-project.org/ (Accessed at 14 May 2015). 224. Raviv M., Medina S., Wendin C., Lieth J.H. 2010. Development of alternate cut-flower rose greenhouse temperature set-points based on calorimetric plant tissue evaluation. Scientia Horticulturae, 126(4), 454-461. 225. Rice R.E. Strong E.E. 1962. Bionomics ef the tomato russet mite, Vasates lycopersici (Massee). Annals of the Entomological Society of America, 55:431-435. 226. Rijsdijk A.A., Vogelezang J.V.M. 1998. Temperature integration on a 24-hour base: a more efficient climate control strategy. W: XXV International Horticultural Congress, Part 9: Computers and Automation, Electronic Information in Horticulture 519, pp. 163-170. 227. Rivera M.C., Lake J.A. 2004. The ring of life provides evidence for a genome fusion origin of eukaryotes. Nature, 431(7005), 152-155. 228. Roivainen H. 1947. Eriophyid news from Finland. Acta Entomologica Fennica, 3, 1-51. 229. Roivainen H. 1950. Eriophyid news from Sweden. Acta Entomologica Fennica, 7, 1-51. 230. Roivainen H. 1951. Contributions to the knowledge of the Eriophyids of Finland. Acta Entomologica Fennica, 8, 1-72. 231. Ros V.I., Breeuwer J.A. 2007. Spider mite (Acari: Tetranychidae) mitochondrial COI phylogeny reviewed: host plant relationships, phylogeography, reproductive parasites and barcoding. Experimental and Applied Acarology, 42(4), 239-262. 232. Roy M., Brodeur J., Cloutier C. 2003. Effect of temperature on intrinsic rates of natural

increase (rm) of a coccinellid and its spider mite prey. Biocontrol 48:57-72.

163

233. Royalty R.N., Perring T.M. 1996. Nature of damage and its assessment. W: Lindquist E.E., Sabelis M.W., Bruin J. (wyd.), Eriophyoid Mites – Their Biology, Natural Enemies and Control. World Crop Pests, Vol 6, Elsevier Science Publishing, Amsterdam, pp. 493-512. 234. Sabelis M.W. 1985. Reproductive strategy. W: Helle W., Sabelis M.W. (wyd.), Spider mites-their biology, natural enemies and control. Elsevier, Amsterdam, 1A, pp. 265-278. 235. Sabelis M.W. 1992. Predatory arthropods. W: Crawley M.J. (wyd.), Natural enemies. The population biology of predators, parasites and disease. Blackwell, Oxford, pp. 225-264. 236. Sabelis M.W., Bruin J. 1996. Evolutionary ecology: life history patterns, food plant choice and dispersal. W: Lindquist E.E., Sabelis M.W., Bruin J. (wyd.), Eriophyoid Mites – Their Biology, Natural Enemies and Control. World Crop Pests, Vol 6, Elsevier Science Publishing, Amsterdam, pp. 329-366. 237. Sabelis M.W., Bruin J. 1996. Evolutionary ecology: life history patterns, food plant choice and dispersal. W: Lindquist E.E., Sabelis M.W., Bruin J. (wyd.), Eriophyoid Mites – Their Biology, Natural Enemies and Control. World Crop Pests, Vol 6, Elsevier Science Publishing, Amsterdam, pp. 329-366. 238. Sabelis M.W., van Baalen M., Pels B., Egas M., Janssen A. 2002. Evolution of exploitation and defence in plant-herbivore-predator interactions. W: Dieckmann U., Metz J.A.J., Sabelis M.W., Sigmund K. (wyd.), The adaptive dynamics of infectious diseases in pursuit of virulence management. Cambridge University Press, Cambridge, pp. 297-321. 239. Saito Y. 1987. Extraordinary effects of fertilization status on the reproduction of an arrhenotokous and sub-social spider mite (Acari: Tetranychidae). Res Popul Ecol 29:57- 71. 240. Schiffer M., Umina P., Carew M., Hoffmann A., Rodoni B., Miller A. 2009. The distribution of wheat curl mite (Aceria tosichella) lineages in Australia and their potential to transmit wheat streak mosaic virus. Annals of Applied Biology, 155(3), 371-379. 241. Seberg O. 2004. The future of systematics: assembling the tree of life. Systematist. 242. Seifers D.L., Harvey T.L., Louie R., Gordon D.T., Martin T.J. 2002. Differential transmission of isolates of the high plains virus by different sources of wheat curl mites. Plant Disease 86(2):138-142. 243. Shevchenko V.G. 1970. Proiskhojdenie i morfo-funktsional’naya otsenka chetyrekhnogikh kleshchei (Acarina, Eriophyoidea). W: Evdonin L.A. (wyd.), Sbornik issledovaniy po evolutsionnoy morfologii bezpozvonochnykh. Leningrad University Press, USSR, pp. 153- 183 (in Russian).

164

244. Siriwetwiwat B. 2006. Interactions between the wheat curl mite Aceria tosichella Keifer (Eriophyidae), and Wheat streak mosaic virus and distribution of wheat curl mite biotypes in the field. PhD Dissertation, University of Nebraska. 245. Skoracka A. 2004. Eriophyoid mites from grasses in Poland (Acari: Eriophyoidea). Genus, supplement 13: 205 pp. 246. Skoracka A. 2008. Reproductive barriers between populations of the cereal rust mite Abacarus hystrix confirm their host specialization. Evolutionary Ecology, 22(5), 607-616. 247. Skoracka A., Dabert M. 2010. The cereal rust mite Abacarus hystrix (Acari: Eriophyoidea) is a complex of species: evidence from mitochondrial and nuclear DNA sequences. Bulletin of Entomological Research, 100(03), 263-272. 248. Skoracka A., Kuczyński L. 2004. Demography of the cereal rust mite Abacarus hystrix (Acari: Eriophyoidea) on quack grass. Experimental and Applied Acarology 32:231-242. 249. Skoracka A., Kuczyński L. 2006. Host related differences in the development and reproduction of the cereal rust mite, Abacarus hystrix (Acari: Eriophyidae) in Poland. International Journal of Acarology, 32(4), 397-405. 250. Skoracka A., Kuczyński L., de Mendonca R., Dabert M., Szydło W., Knihinicki D., Truol G., Navia D. 2012. Cryptic species within the wheat curl mite Aceria tosichella (Keifer) (Acari, Eriophyoidea) revealed by mitochondrial, nuclear and morphometric data. Invertebr Syst 26:417-433. 251. Skoracka A., Kuczyński L., Rector B., Amrine J.W. 2014. Wheat curl mite and dry bulb mite: untangling a taxonomic conundrum through a multidisciplinary approach. Biological Journal of the Linnean Society, 111(2), 421-436. 252. Skoracka A., Kuczyński L., Szydło W., Rector B. 2013. The wheat curl mite Aceria tosichella (Acari: Eriophyoidea) is a complex of cryptic lineages with divergent host ranges: evidence from molecular and plant bioassay data. Biological Jornal of the Linnean Society, 109(1), 165-180. 253. Skoracka A., Magalhães S., Rector B.G., Kuczyński L. 2015. Cryptic speciation in the Acari: a function of species lifestyles or our ability to separate species? Experimental and Applied Acarology, 67(2), 165-182. 254. Skoracka A., Smith L., Oldfield G., Cristofaro M., Amrine Jr J.W. 2010. Host-plant specificity and specialization in eriophyoid mites and their importance for the use of eriophyoid mites as biocontrol agents of weeds. Experimental and Applied Acarology, 51(1-3), 93-113.

165

255. Smith J.W. 1975. Spider mites: population suppression by interspecific hybridization. Environmental Entomology, 4: 588-590. 256. Soika G., Kozak M. 2011. Problems with the taxonomy of Phytoptus tetratrichus Nalepa 1890 (Acari: Eriophyoidea) inhabiting Tilia spp.: analysis based on morphological variation among individuals. Zootaxa, 2988, 37-52. 257. Soika G., Kozak M. 2013. Eriophyes species (Acari: Eriophyoidea) inhabiting lime trees (Tilia spp.: Tiliaceae) – supplementary description and morphological variability related to host plants and female forms. Zootaxa, 3646, 349-385. 258. Song Z.W., Xue X.F., Hong X.Y. 2009. Four new species of Rhyncaphytoptus from Tibet Autonomous Region, China (Acari: Eriophyoidea: Diptilomiopidae). Zootaxa, 2196, 31- 47. 259. Sonnenberg R., Nolte A.W., Tautz D. 2007. An evaluation of LSU rDNA D1-D2 sequences for their use in species identification. Frontiers in Zoology, 4(1), 1. 260. Sternlicht M., Goldenberg S. 1971. Fertilisation, sex ratio and post-embryonic stages of the citrus bud mite Aceria sheldoni (Ewing) (Acarina: Eriophyidae). Bulletin of Entomological Research 60: 391-397. 261. Sternlicht M., Griffiths D.A. 1974. The emission and form of spermatophores and the fine structure of adult Eriophyes sheldoni (Ewing) (Acarina: Eriophyoidae). Bulletin of Entomological Research 63:561-565. 262. Stilwell A.R. 2009. Remote sensing to detect the movement of wheat curl mites through the spatial spread of virus symptoms, and identification of thrips as predators of wheat curl mites. PhD Dissertations and Student Research in Entomology 4, University of Nebraska – Lincoln, USA. 263. Stoeva A., Rector B.G., Harizanova V. 2011. Biology of Leipothrix dipsacivagus (Acari: Eriophyidae), a candidate for biological control of invasive teasels (Dipsacus spp.). Experimental and Applied Acarology 55:225-232. 264. Styer W.E. 1974. A new species of Phyllocoptes (Acarina, Eriophyidae) from Rose. Entomological News, 85 (7/8), 202-204. 265. Sugasawa J., Kitashima Y., Gotoh T. 2002. Hybrid affinities between the green and the red forms of the twospotted spider mite Tetranychus urticae (Acari: Tetranychidae) under laboratory and semi-natural conditions. Applied Entomology and Zoology, 37:127-139.

266. Susi P. 2004. Black currant reversion virus, a mite-transmitted nepovirus. Molecular Plant Pathology, 5, 167-173.

166

267. Szyndel M.S. 2004. Charakterystyka wirusowych i wirusopodobnych chorób degeneracyjnych róży (Rosa spp.). Acta Agrobotanica, 57(1-2). 268. Tamura K., Stecher G., Peterson D., Filipski A., Kumar S. 2013. MEGA6: molecular evolutionary genetics analysis version 6.0. Molecular Biology and Evolution, 30(12), pp. 2725-2729. 269. Turelli M., Moyle L.C. 2007. Asymmetric postmating isolation: Darwin's corollary to Haldane's rule. Genetics, 176(2), 1059-1088. 270. Tzanetakis I.E., Postman J.D., Martin R.R. 2007. Identification, detection and transmission of a new vitivirus from Mentha. Archives of Virology, 152(11), 2027-2033. 271. Underwood J.F., Loux M.M., Armine Jr J.W., Bryan W. B. 1996. Multiflora rose control. Ohio State Univ., Ext. Bulletin no. 857. Columbus, OH. 272. Van Leeuwen T., Witters J., Nauen R., Duso C., Tirry L. 2009. The control of eriophyoid mites: state of the art and future challenges. W: Eriophyoid Mites: Progress and Prognoses (pp. 205-224). Springer Netherlands. 273. Vangansbeke D., De Schrijver L., Spranghers T., Audenaert J., Verhoeven R., Nguyen D.T.I in. 2013. Alternating temperatures affect life table parameters of Phytoseiulus persimilis, Neoseiulus californicus (Acari: Phytoseiidae) and their prey Tetranychus urticae (Acari: Tetranychidae). Experimental and Applied Acarology, 61(3), 285-298. 274. Venables W.N. Ripley B.D. 2002. Modern Applied Statistics with S. Fourth Edition. Springer-Verlag, New York, USA. 495 pp. 275. Vickers R.A. 1997. Effect of delayed mating on oviposition pattern, fecundity and fertility in Codling Moth, Cydia pomonella (L.) (Lepidoptera: Tortricidae). Australian Journal of Entomology 36:179-182. 276. Walton V.M., Dreves A.J., Coop L.B., Jones G.V., Skinkis P.A. 2010. Developmental parameters and seasonal phenology of Calepitrimerus vitis (Acari: Eriophyidae) in wine grapes of western Oregon. Environmental Entomology, 39: 2006-2016. 277. Webster R. 2007. Analysis of variance, inference, multiple comparisons and sampling effects in soil research. European Journal of Soil Science, 58(1), 74-82. 278. Westphal E., Bronner R., Ret M.L. 1981. Changes of leaves susceptible and resistant Solanum dulcamara infested by the gall mite Eriophyes cladophthirus (Acarina, Eriophyoidea). Canadian Journal of Botany 59, 875–882. 279. Westphal E., Manson D.C.M. 1996. Feeding effects on host plants: gall formation and other distortions. W: Lindquist E.E., Sabelis M.W., Bruin J. (wyd.), Eriophyoid Mites – Their

167

Biology, Natural Enemies and Control. World Crop Pests, Vol 6, Elsevier Science Publishing, Amsterdam, pp. 231-242. 280. Will K.W., Mishler B.D., Wheeler Q.D. 2005. The perils of DNA barcoding and the need for integrative taxonomy. Systematic Biology, 54(5), 844-851. 281. Windham M., Windham A., Hale F., Amrine Jr J.W. 2014. Observations on Rose Rosette Disease. American Rose, 3, 56-62. 282. Wirtz P. 1999. Mother species–father species: unidirectional hybridization in animals with female choice. Animal behaviour, 58(1), 1-12. 283. Wosula E.N., McMechan A.J., de Olivera C., Hein G. 2014. Differential transmission of two strains of Wheat streak mosaic virus by five wheat curl mite populations. W: Phytopathology (Vol. 104, No. 11, pp. 131-131). 3340 Pilot Knob Road, St Paul, Mn 55121 USA: American Phytopathological Society. 284. Wosula E.N., McMechan A.J., Oliveira-Hofman C., Wegulo S.N., Hein G.L. 2016. Differential Transmission of Two Isolates of Wheat streak mosaic virus by Five Wheat Curl Mite Populations. Plant Disease, 100(1), 154-158. 285. Wrensch D.L., Kethley J.B., Norton R.A. 1994. Cytogenetics of holokinetic chromosomes and inverted meiosis: keys to the evolutionary success of mites, with generalizations on eukaryotes. Mites: Ecological and Evolutionary Analyses of Life-history Pattern. Edited by: Houck MA., New York: Chapman and Hall, 282-343. 286. Wrensch D.L., Young S.S.Y. 1975. Effects of quality of resource and fertilization status on some fitness traits in the two-spotted spider mite Tetranychus urticae Koch. Oecologia 18: 259-267. 287. Xie M.C., Wei S.G. Qin A.Z. 2007. One new genus and three new species of Phyllocoptinae (Acari: Eriophyidae) from China. Acta Zootaxonomica Sinica, 32 (4), 915- 919. 288. Xu X., Li L.Y., Wang D.S., Hong X.Y., Wu J., Yuan Y.D., Xie X.C. 2006. Effect of temperature and relative humidity on development and reproduction of the tomato russet mite, Aculops lycopersici (Massee) (Acarina, Eriophyidae). Acta Entomologica Sinica 49(5): 816-821. 289. Xue X.F., Song Z.W. Hong X.Y. 2009. One new genus and five new species of Rhyncaphytoptinae from China (Acari: Eriophyoidea: Diptilomiopidae). Zootaxa, 1992, 1- 19.

168

290. Xue X.F., Song Z.W. Hong X.Y. 2010. Systematics of Phyllocoptruta Keifer, 1938 based on morphological characters: with descriptions of two new species (Acari: Eriophyoidea). Annals of the Entomological Society of America, 103 (5), 697-705. 291. Xue X.F., Song Z.W., Hong X.Y. 2006. Six new species of Rhyncaphytoptinae from northwestern China (Acari: Eriophyoidea: Diptilomiopidae). Zootaxa, 1225, 1-19. 292. Xue X.F., Zhang Z.Q. 2009. Eriophyoid mites (Acari: Prostigmata) in Southeast Asia: a synopsis of 104 genera, with an illustrated key to genera and checklist of species. Zootaxa 2257: 1-128. 293. Yin H., Zhao X., Du Y. G. 2010. Oligochitosan: a plant diseases vaccine - a review. Carbohydrate Polymers, 82, 1-8. 294. Yoon J.S., Gagen K.P., Zhu D.L. 1990. Longevity of 68 species of Drosophila. The Ohio Journal of Science, 1:16-32. 295. Zuppini A., Baldan B., Millioni R., Favaron F., Navazio L., Mariani P. 2003. Chitosan induces Ca2+-mediated programmed cell death in soybean cells. New Phytologist, 161, pp. 557-568.

169

9. DODATEK

9.1. WYKAZ LOKALIZACJI, Z KTÓRYCH ZEBRANO PRÓBY RÓŻ

Daty Obecność Lp. Gatunek, odmiana Typ uprawy Lokalizacja Kraj zbioru szpecieli 02/09/11 07/09/11 08/09/11 12/09/11 15/09/11 21/09/11 Przy Bażantarni, 1. 22/09/11 R. hybrida L. + Parkowa POL Natolin, Warszawa 29/09/11 08/12/11 08/04/12 07/07/12 07/09/12 20/09/12 02/09/11 SGGW, bud. 37, 2. 20/09/11 R. hybrida L. + Ogrodowa POL Warszawa 19/09/12 Stan. 3. 05/09/11 R. rugosa Thunb. - Morawki POL Naturalne 08/09/11 KEN/Dunikowskiego, 4. R. hybrida L. - Parkowa POL 15/09/11 Warszawa R. hybrida L. KEN/Stokłosy, 5. 09/09/11 - Ogrodowa POL ‘Morstag Red’ Warszawa SGGW, bud. 35, 6. 15/09/11 R. hybrida L. - Ogrodowa POL Warszawa Al. Solidarności/ul. 7. 18/09/11 R. hybrida L. - Parkowa POL Miodowa, Warszawa 19/09/11 23/09/11 Park Ujazdowski, 8. R. hybrida L. + Parkowa POL 28/05/12 Warszawa 12/06/12 9. 19/09/11 R. hybrida L. - Parkowa Park Moniuszki, Łódź POL 10. 19/09/11 R. hybrida L. - Parkowa Park Staszica, Łódź POL 11. 19/09/11 R. hybrida L. - Parkowa Skierniewice POL Nowoursynowska, 12. 20/09/11 R. hybrida L. - Parkowa POL Warszawa Łazienki Królewskie 1, 13. 23/09/11 R. hybrida L. - Ogrodowa POL Warszawa Łazienki Królewskie 2, 14. 23/09/11 R. canina - Stan. natur. POL Warszawa 26/09/11 R. hybrida L. 08/12/11 ‘Apricot Nectar’, Ogród Botaniczny 15. 03/10/11 ‘Falstaff Ausverse’, + Ogrodowa POL PAN w Powsinie 18/10/11 ‘Marchenland’, 08/12/11 ‘MME

170

Daty Obecność Lp. Gatunek, odmiana Typ uprawy Lokalizacja Kraj zbioru szpecieli 11/05/12 25/05/12 Alfred’, ‘Fairy 12/06/12 Dance’, ‘The Wife 27/08/12 of Bath’ 06/10/12 03/03/14 15/06/15 18/10/11 Ogród Pałacu Króla 16. 03/09/12 R. hybrida L. + Ogrodowa Jana III w Wilanowie, POL 06/10/12 Warszawa R. hybrida L. ‘Red 26/11/11 Love’, ‘Waw’, 17. 02/11/13 ‘Zanzibar’, ‘N- + Szklarniowa Wólka Kossowska POL 01/12/13 Joy’, ‘El-Toro’, ‘Tenga Venga’ 18. 10/06/12 R. hybrida L. - Parkowa Augustów POL 19. 30/06/12 R. hybrida L. + Szklarniowa „Honza” POL 20. 01/07/12 R. hybrida L. - Parkowa Płock 1 POL 21. 01/07/12 R. canina L. - Stan. natur. Płock 2 POL 22. 01/07/12 R. canina L. - Stan. natur. Płock 3 POL 23. 27/07/12 R. hybrida L. - Parkowa Głutowy POL 24. 27/07/12 R. hybrida L. - Parkowa Urwitałt POL R. hybrida L. Ogród Botaniczny 25. 11/08/12 ‘Korlady’, - Ogrodowa UW, Warszawa POL ‘Queen Elizabeth’ R. hybrida L. 26. 16/08/12 + Szklarniowa Jabłonna POL ‘Duet’, ‘Red Berry’ 27. 25/08/12 R. canina L. - Stan. natur. Warta POL 28. 25/08/12 R. rugosa Thunb. - Stan. natur. Kalinowa POL 29. 25/08/12 R. hybrida L. - Parkowa Gołuchów POL Sad SGGW, Wilanów, 30. 09/09/12 R. canina L. + Stan. natur. POL Warszawa Al. Niepodległości, 31. 10/09/12 R. rugosa Thunb. - Parkowa POL Warszawa 10/09/12 20/09/12 Ogród Saski, 32. R. hybrida L. + Ogrodowa POL 04/10/12 Warszawa 05/09/14 R. hybrida L. 33. 17/09/12 ‘Red Berlin’, - Szklarniowa Skalmierz POL ‘Frisco’ 34. 17/09/12 R. multiflora - Szkółka Skalmierz POL 35. 17/09/12 R. hybrida L. - Ogrodowa Golków POL 36. 17/09/12 R. hybrida L. - Parkowa Błaszki POL R. hybrida L. 37. 18/09/12 + Szklarniowa Polko POL ‘Endless Love’ 38. 18/09/12 R. canina L. - Stan. natur. Maciszewice POL 18/09/12 39. R. canina L. + Stan. natur. Szadek POL 14/06/15 40. 18/09/12 R. hybrida L. - Parkowa Lutomiersk POL 171

Daty Obecność Lp. Gatunek, odmiana Typ uprawy Lokalizacja Kraj zbioru szpecieli 41. 18/09/12 R. hybrida L. - Parkowa Konstantynów Łódzki POL 42. 19/09/12 R. rugosa Thunb. - Stan. natur. Borsk 1 POL 43. 19/09/12 R. hybrida L. - Ogrodowa Borsk 2 POL 24/09/12 R. hybrida L. 44. + Szklarniowa Boguchwała POL 17/01/15 ‘Merry Me’ 45. 25/09/12 R. canina L. + Stan. natur. Płońsk POL R. hybrida L. ‘Nina 46. 27/09/12 Weibull’, ‘Fresia’, - Szkółka Jasieniec POL R. canina L. 47. 01/10/12 R. rugosa Thunb. - Parkowa Gdańsk POL 01/02/13 R. hybrida L. 48. + Szklarniowa Częstochowa POL 14/09/15 ‘Prestige’ Ul. Francuska, 49. 02/04/15 R. hybrida L. - Parkowa POL Warszawa Ul. Podleśna, 50. 07/04/13 R. hybrida L. - Parkowa POL Warszawa R. hybrida L. 51. 07/07/13 + Ogrodowa Fayetteville 1 USA ‘Knock Out’ R. hybrida L. 52. 19/07/13 + Parkowa Fayetteville 2a USA ‘Knock Out’ R. hybrida L. 53. 21/07/13 + Parkowa Fayetteville 2b USA ‘Knock Out’ 54. 21/07/13 R. hybrida L. + Ogrodowa Fayetteville 3 USA R. hybrida L. 55. 21/07/13 + Ogrodowa Fayetteville 4 USA ‘Knock Out’ R. hybrida L. 56. 21/07/13 + Ogrodowa Fayetteville 5a USA ‘Knock Out’ R. hybrida L. 57. 21/07/13 + Ogrodowa Fayetteville 5b USA ‘Knock Out’ R. hybrida L. 58. 21/07/13 + Ogrodowa Fayetteville 5c USA ‘Knock Out’ R. hybrida L. 59. 21/07/13 + Ogrodowa Fayetteville 5d USA ‘Knock Out’ R. hybrida L. 60. 21/07/13 + Ogrodowa Fayetteville 5e USA ‘Knock Out’ R. hybrida L. 61. 21/07/13 + Ogrodowa Fayetteville 5f USA ‘Knock Out’ R. hybrida L. 62. 21/07/13 + Ogrodowa Fayetteville 5g USA ‘Knock Out’ R. hybrida L. 63. 21/07/13 + Ogrodowa Fayetteville 5h USA ‘Knock Out’ R. multiflora Stan. 64. 21/07/13 + Fayetteville 6 USA Thunb. Naturalne R. multiflora Stan. 65. 21/07/13 + Fayetteville 7 USA Thunb. Naturalne R. hybrida L. 66. 17/06/14 + Ogrodowa Fayetteville 8 USA ‘Knock Out’ R. hybrida L. 67. 27/06/14 + Ogrodowa Fayetteville 9a USA ‘Knock Out’

172

Daty Obecność Lp. Gatunek, odmiana Typ uprawy Lokalizacja Kraj zbioru szpecieli R. hybrida L. 68. 27/06/14 + Ogrodowa Fayetteville 9b USA ‘Knock Out’ 69. 28/06/14 R. hybrida L. + Ogrodowa Fayetteville 10a USA 70. 28/06/14 R. hybrida L. + Ogrodowa Fayetteville 10b USA 71. 28/06/14 R. hybrida L. + Ogrodowa Fayetteville 11 USA 72. 10/10/13 R. canina L. - Stan. natur. Małkocin 1 POL 73. 10/10/13 R. hybrida L. - Parkowa Małkocin 2 POL 74. 02/10/13 R. canina L. - Stan. natural. Glinna POL R. hybrida L. ‘Tenga Venga’, ‘Duet’, ‘Red 75. 08/10/13 - Szklarniowa Stężyca POL Berlin’, ‘Merci Cheri’, ‘Endless Love’, ‘El-Toro’ 76. 11/10/13 R. hybrida L. - Parkowa Baboszewo 1 POL 77. 11/10/13 R. hybrida L. - Parkowa Baboszewo 2 POL 78. 11/10/13 R. hybrida L. - Parkowa Lutocin 1 POL 79. 11/10/13 R. hybrida L. - Parkowa Lutocin 2 POL 80. 13/02/14 R. hybrida L. + Parkowa Ga’ash IZR 81. 14/02/14 R. hybrida L. - Parkowa Jerozolima IZR 82. 16/02/14 R. hybrida L. - Stan. natur. Tiberias 1 IZR 83. 16/02/14 R. hybrida L. - Parkowa Tiberias 2 IZR 84. 13/02/14 R. hybrida L. + Parkowa Hajfa IZR 85. 14/04/14 R. hybrida L. - Ogrodowa Bari 1 ITL 86. 14/04/14 R. hybrida L. - Ogrodowa Bari 2 ITL 87. 15/04/14 R. hybrida L. - Ogrodowa Neapol 1 ITL 88. 15/04/14 R. hybrida L. - Parkowa Neapol 2 ITL 89. 16/09/14 R. hybrida L. - Parkowa Sopot POL 17/09/14 90. R. canina L. + Stan. natur. Nowy Dwór Gdański POL 20/10/14 91. 17/09/14 R. canina L. - Stan. natur. Jantar 1 POL 92. 17/09/14 R. hybrida L. - Parkowa Jantar 2 POL 93. 20/09/14 R. hybrida L. - Parkowa Kampus UAM, Poznań POL 94. 13/10/14 R. rugosa Thunb. - Parkowa Teboil, Turku FIN 95. 13/10/14 R. hybrida L. + Parkowa Raunistula FIN Sibelius Museum, 96. 13/10/14 R. hybrida L. + Parkowa FIN Turku 97. 13/10/14 R. hybrida L. + Parkowa Hus Lindman, Turku FIN 98. 13/10/14 R. hybrida L. - Parkowa Naantali 1 FIN 99. 13/10/14 R. hybrida L. - Parkowa Naantali 2 FIN 100. 13/10/14 R. hybrida L. + Parkowa Naantali 3 FIN 101. 13/10/14 R. canina L. + Stan. natur. Merimasku 1 FIN 102. 13/10/14 Rosa sp. - Stan. natur. Isojarvi FIN 103. 13/10/14 R. hybrida L. - Parkowa Perlan Telakka FIN 104. 13/10/14 R. hybrida L. - Stan. natur. Mikoistentie FIN 105. 13/10/14 Rosa sp. - Stan. natur. Merimasku 2 FIN 106. 13/10/14 R. canina L. + Stan. natur. Turku 1 FIN 107. 13/10/14 R. hybrida L. + Parkowa Turku 2 FIN 108. 12/10/14 R. canina L. - Stan. natur. Przemysław POL 109. 12/10/14 R. hybrida L. - Parkowa Stegny POL 173

Daty Obecność Lp. Gatunek, odmiana Typ uprawy Lokalizacja Kraj zbioru szpecieli 01/02/15 110. R. hybrida L. + Szklarniowa Kalisz POL 15/09/15 111. 16/09/15 R. hybrida L. - Szkółka Staw POL Hagia Sophia 1, 112. 07/03/15 R. hybrida L. - Ogrodowa TUR Istambuł Hagia Sophia 2, 113. 07/03/15 R. hybrida L. - Ogrodowa TUR Istambuł 114. 09/03/15 R. hybrida L. - Parkowa Sishane CD, Istambuł TUR 115. 11/03/15 R. hybrida L. - Parkowa Akyol Taksi, Istambuł TUR Pasakapisi Sokagi, 116. 11/03/15 R. hybrida L. - Parkowa TUR Istambuł 117. 12/03/15 Rosa sp. - Stan. natur. Umit Sokagi, Heibeliada TUR Rum Kilisesi, 118. 12/03/15 R. hybrida L. - Parkowa TUR Heibeliada 119. 12/03/15 Rosa sp. - Stan. natur. Camlik Sitesi, Buyukada TUR Suleymaniye Cami, 120. 13/03/15 R. hybrida L. - Parkowa TUR Istambuł 121. 18/05/15 R. hybrida L. - Parkowa Kliczków 1 POL 122. 18/05/15 R. hybrida L. - Parkowa Kliczków 2 POL 123. 18/05/15 R. canina L. + Stan. natur. Bolesławiec POL 124. 18/05/15 R. hybrida L. - Parkowa Góra Św. Anny POL 125. 25/05/15 R. canina L. - Stan. natur. Zakopane 1 POL 126. 25/05/15 R. hybrida L. - Parkowa Zakopane 2 POL 127. 29/05/15 R. canina L. + Stan. natur. Rabka POL Ul. Podchorążych, 128. 29/05/15 R. canina L. - Stan. natur. POL Kraków 129. 01/08/15 R. hybrida L. + Ogrodowa Uniejów POL 130. 17/08/15 R. hybrida L. - Szkółka Skierniewice POL Ul. Promenada, 131. 12/09/15 R. canina L. - Parkowa POL Warszawa Ul. Piaseczyńska, 132. 15/09/15 R. hybrida L. - Ogrodowa POL Warszawa 133. 11/10/15 R. canina L. - Stan. natur. Las Kabacki, Warszawa POL R. hybrida L. 134. 14/10/15 + Szklarniowa Tarnowskie Góry POL ‘Endless Love’ 135. 20/10/15 R. hybrida L. - Parkowa Amsterdam HOL

174

Wyrażam zgodę na udostępnianie mojej pracy w czytelniach Biblioteki SGGW.

…………………………………….. (czytelny podpis autora)

lub

Wyrażam zgodę na udostępnianie mojej pracy w czytelniach Biblioteki SGGW po roku …………… * .

…………………………………….. (czytelny podpis autora)

* W przypadku pracy dotowanej przez firmę z zewnątrz postulującej klauzule tajności.

175