INVENTAIRE DES ORCHIDEES DE TALATAKELY PARC NATIONAL DE RANOMAFANA ETUDES MORPHOLOGIQUE ET MOLECULAIRE DE CINQ ESPECES DU GENRE Aerangis (Rchb.F.)

UNIVERSITE D’ANTANANARIVO FACULTE DES SCIENCES Département de Biologie et Ecologie Végétales Mémoire pour l’obtention du Diplôme d’Etudes Approfondies (D.E.A.) En Biologie et Ecologie Végétales OPTION : ECOLOGIE VEGETALE INVENTAIRE DES ORCHIDEES DE TALATAKELY PARC NATIONAL DE RANOMAFANA ETUDES MORPHOLOGIQUE ET MOLECULAIRE DE CINQ ESPECES DU GENRE Aerangis (Rchb.f.)

Présenté par RANDRIANINDRINA Veloarivony Rence Aimée (Maître ès Sciences)

Soutenu publiquement le, 31 Janvier 2008 Devant la Commission de jury composée de :

Président : Pr. RAJERIARISON Charlotte Examinateurs : Dr. RABAKONANDRIANINA Elisabeth Dr. FALINIAINA Lucien Rapporteurs : Dr. RAKOUTH Bakolimalala Dr. EDWARD Louis Jr.

1 UNIVERSITE D’ANTANANARIVO FACULTE DES SCIENCES

Département de Biologie et Ecologie Végétales

Mémoire pour l’obtention du Diplôme d’Etudes Approfondies (D.E.A.) En Biologie et Ecologie Végétales

OPTION : ECOLOGIE VEGETALE

INVENTAIRE DES ORCHIDEES DE TALATAKELY PARC NATIONAL DE RANOMAFANA ETUDES MORPHOLOGIQUE ET MOLECULAIRE DE CINQ ESPECES DU GENRE Aerangis (Rchb.f.)

Présenté par RANDRIANINDRINA Veloarivony Rence Aimée (Maître ès Sciences)

Soutenu publiquement le, 31 Janvier 2008

Devant la Commission de jury composée de :

Président : Pr. Charlotte RAJERIARISON Examinateurs : Dr. Elisabeth RABAKONANDRIANINA Dr Lucien. FALINIAINA Rapporteurs : Dr. Bakolimalala RAKOUTH Dr. Louis Jr. EDWARD

2 REMERCIEMENTS

En premier lieu, nous voudrions rendre gloire à Dieu pour sa bienveillance et sa bénédiction.

Mené à terme ce mémoire, est le fruit de la collaboration entre Omaha’s Henry Doorly Zoo (HDZ), Nebraska USA avec le Projet « Madagascar Biodiversity and Biopgeography Project » (MBBP) et le Département de Biologie et Ecologie Végétales (DBEV) ; ainsi que des interventions de nombreuses personnes auxquelles nous sommes profondément reconnaissantes. Nous remercions particulièrement :  Madame le Professeur Charlotte RAJERIARISON, Responsable de la formation du troisième cycle du Département de Biologie et Ecologie Végétales de la Faculté des Sciences d’Antananarivo de nous avoir guidé, corrigé, et d’avoir bien voulu présider le jury de ce mémoire, malgré ses lourdes préoccupations au sein du Département. Qu’elle trouve ici nos sincères remerciements.  Monsieur le Docteur Louis E. Jr. EDWARD, Vétérinaire, Généticien et chercheur au Centre de Conservation et de Recherche (CCR) HDZ, initiateur du projet MBBP, d’avoir apporté son soutien et ses expériences. Il a toujours manifesté à notre égard la plus grande patience et une écoute constante. Nous sommes profondément touchées par sa gentillesse et sa compréhension et nous voudrons exprimer notre profonde gratitude envers lui.  Madame le Docteur Bakolimalala RAKOUTH, PhD en Botanique, Maître de Conférences à la Faculté des Sciences, Chef du Département de Biologie et Ecologie Végétales, pour ses nombreux conseils d’ordre méthodologique et pour la grande disponibilité qu’elle a sue nous accorder dans l’encadrement de ce mémoire. Nos remerciements ne suffiront jamais pour toute l’attention qu’elle a fait preuve à notre égard.  Madame le Docteur Elisabeth RABAKONANDRIANINA, Maître de Conférences à la Faculté des Sciences, Enseignante au Département de Biologie et Ecologie Végétales, qui malgré ses milles occupations, nous a tendu les bras ouverts pour tenir la place d’examinateur de ce mémoire et pour ses conseils et ses aides durant les études sur terrain. Nous lui remercions infiniment.  Monsieur le Docteur Lucien FALINIAINA, Maître de Conférences à la Faculté des Sciences, Enseignat au Département de Biologie et Ecologie Végétales pour les précieux conseils qu’il nous a prodigués et pour accepter de siéger parmi les membres de jury de ce mémoire. Nous lui exprimons notre sincère gratitude.

Nous tenons à exprimer nos vifs remerciements à (au) :  Docteur Lee G. SIMMONS, DVM, Directeur fondateur du Parc Omaha’s Henry Doorly Zoo (HDZ), de nous avoir accueillie chaleureusement au sein de son institut.  Madame Terri GOUVEIA, Responsable du volet Horticulture au HDZ, Monsieur Fidelis Joseph RAJAONARIVELO, Orchidophile à Ranomafana, et à Herinandrianina Notahianjanahary ANDRIANANJAMANANTSOA, notre collègue, avec qui nous avons beaucoup travaillé ensemble pour la réalisation du travail sur terrain.  Madame Shannon E. ENGBERG, Responsable de laboratoire génétique du CCR au HDZ, Monsieur Joseph SMITH, Madémoiselle Sandra BEHNCKE, Dr Lei RUNHUA, Monsieur Gary D. SHORE, Madame Susie M. McGUIRE et Rick A. BRENNEMAN, nos collègues de laboratoire, qui nous ont guidé dans les travaux de laboratoire.  Monsieur Benjamin ANDRIAMIHAJA, directeur de MICET (Madagascar Institut pour la Conservation de l’Environnement Tropical) et tous le personnel pour les appuis logistiques  Monsieur Hiariniaina RANDRIANIZAHANA, Chef de division de la Recherche sur la Flore et la Faune du Département des Eaux et Forêts.  Monsieur Dominique KARADJOFF, pour ses aides et ses informations personnelles.  Toute l’équipe de HDZ à Madagascar et à Omaha, pour leurs précieuses collaborations.  Le Responsable et le personnel de l’ANGAP Antananarivo et à Ranomafana, et de la DGEF qui nous ont octroyé les permis de recherches.  Tous les enseignants et les techniciens de la Faculté des Sciences, Département de Biologie et Ecologie Végétales.  Tous les villageois de Ranomafana qui ont su nous accueillir et nous aider durant notre recherche. Merci à tous les guides qui nous ont accompagné au cours de toutes nos péripéties en forêt.  Tous les étudiants de notre promotion « Hanitriniala » et tous les internes qui ont vécu avec nous à Omaha.  Toute ma famille ainsi que toute personne, qui de près ou de loin, ont contribué à la réalisation de ce mémoire.

Misaotra indrindra SOMMAIRE

REMERCIEMENTS...... i SOMMAIRE...... iii LISTE DES TABLEAUX...... v LISTE DES FIGURES...... vi LISTE DES PHOTOS...... vii LISTE DES CARTES...... vii LISTES DES PLANCHES PHOTOGRAPHIQUES...... viii LISTE DES ANNEXES...... ix LISTE DES ABREVIATIONS...... x GLOSSAIRE...... xii

INTRODUCTION ...... 1

1 PRESENTATION DU MILIEU D’ETUDE ...... 4

1.1 HISTORIQUE DU MILIEU D’ÉTUDE ...... 4

1.2 SITUATION GÉOGRAPHIQUE ...... 4

1.3 MILIEU PHYSIQUE ...... 6 1.3.1 Topographie ...... 6 1.3.2 Géologie ...... 6 1.3.3 Pédologie ...... 6 1.3.4 Hydrologie ...... 8 1.3.5 Climatologie ...... 8

1.4 MILIEU BIOTIQUE ...... 10 1.4.1 Flore et végétation ...... 10 1.4.2 Faune ...... 12

1.5 MILIEU SOCIAL ...... 13 1.5.1 Démographie ...... 13 1.5.2 Activités de la population ...... 13

2 MATERIELS ET METHODES ...... 15

2.1 MATÉRIELS D’ÉTUDE ...... 15 2.1.1 Matériels biologiques ...... 15 2.1.2 Matériels de laboratoire ...... 18

2.2 MÉTHODOLOGIE ...... 26 2.2.1 Etude bibliographique ...... 26 2.2.2 Etude écologique des populations d’Orchidées de Talatakely ...... 26 2.2.3 Etudes morphologique et moléculaire des espèces de Aerangis de Talatakely ...... 31

3 RESULTATS ET INTERPRETATIONS ...... 42

3.1 ECOLOGIE DE LA POPULATION ...... 42 3.1.1 Sites d’étude ...... 42 3.1.2 Caractéristique biologiques des orchidées du site d’étude ...... 44 3.1.3 Répartition de la population d’Orchidées de Talatakely en fonction des facteurs écologiques ...... 57 3.1.4 Régénération naturelle ...... 58

3.2 DESCRIPTION DES ESPÈCES CIBLÉES ...... 59 3.2.1 Critères de séléction ...... 59 3.2.2 Description des espèces étudiées ...... 60

3.3 DONNÉES MOLÉCULAIRES SUR LES ESPÈCES CIBLÉES ...... 63

DISCUSSIONS ET RECOMMANDATION ...... 66

CONCLUSION ...... 70

REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES ...... 72 PLANCHES PHOTOGRAPHIQUES ANNEXES

LISTE DES TABLEAUX

TABLEAU 1 : PROGRAMMATION DU PCR...... 36 TABLEAU 2 : CARACTÉRISTIQUE DES SITES D’ÉTUDE...... 42

TABLEAU 3 : LISTE DES ESPÈCES D’ORCHIDÉES RÉCENSÉES À TALATAKELY...... 44

TABLEAU 4 : CALENDRIER PHÉNOLOGIQUE DE QUELQUES ESPÈCES D’ORCHIDÉES DE TALATAKELY RANOMAFANA...... 47

TABLEAU 5 : VARIATION DU NOMBRE (N) D’ESPÈCES EN FLEUR ET EN FRUIT EN UNE ANNÉE...... 49

TABLEAU 6 : DISTRIBUTION GÉOGRAPHIQUE DE QUELQUES ESPÈCES INVENTORIÉES...... 51

TABLEAU 7 : SPECTRE BIOLOGIQUE DES ORCHIDÉES RECENSÉES...... 52

TABLEAU 8 : NOMBRE ET POURCENTAGE D’ORCHIDÉES SUR LES PLANTES HÔTES LES PLUS UTILISÉS...... 56

TABLEAU 9 : LISTE DES ESPÈCES D’ORCHIDÉES OBSERVÉES DANS LES TROIS NIVEAUX TOPOGRAPHIQUES...... 58

TABLEAU 10 : FRÉQUENCE RELATIVE DES ESPÈCES D’ORCHIDÉE DANS LES SITES D’ÉTUDE EN FONCTION DE LA TOPOGRAPHIE...... 60

TABLEAU 11 : LISTE DES ESPÈCES D’ORCHIDÉES PAR CLASSE DE HAUTEUR...... 57

TABLEAU 12 : TAUX DE RÉGÉNÉRATION DE AERANGIS...... 58

TABLEAU 13 : CARACTÈRES RACINAIRES DES CINQ ESPÈCES DE AERANGIS...... 60

TABLEAU 14 : CARACTÈRES FOLIAIRES DE CES CINQ ESPÈCES DE AERANGIS...... 61

TABLEAU 15 : CARACTÈRES DE L’INFLORESCENCE ET DES FLEURS DE CES QUATRE ESPÈCES DE AERANGIS ...... 62

TABLEAU 16 : TAUX DE RESSEMBLANCE DES SÉQUENCES D’ADN NUCLÉAIRE DES ESPÈCES CIBLES (AERANGIS SPP.) AVEC CELLES DE LA BANQUE DE GÈNE NCBI...... 65

TABLEAU 17 : COMPARAISON DU CARACTÉRISTIQUE DU SITE DE TALATAKELY ET CELUI D’ANTSAHABE EST...... 66 LISTE DES FIGURES

FIGURE 1 : DIAGRAMME DE GAUSSEN DE LA RÉGION DE TALATAKELY RANOMAFANA (1997 – 2005)...... 9

FIGURE 2 : DIFFÉRENTES FORMES DE FEUILLE DU GENRE AERANGIS...... 17

FIGURE 3 : STRUCTURE GÉNÉRALE DE L’ADN...... 19

FIGURE 4 : FORMULES DES BASES AZOTÉES COMPLÉMENTAIRES...... 20

FIGURE 5 : UNITÉ DE RÉPÉTITION DU GÉNOME NUCLÉAIRE...... 20

FIGURE 6 : TUBE À MICROCENTRIFUGE DE 1,5ML...... 21

PHOTO 5 : VUE GÉNÉRALE FIGURE 7 : REPRÉSENTATION SCHÉMATIQUE DE L’INTÉRIEUR ...... 23

FIGURE 8 : SCHÉMA SIMPLIFIÉ D’UN PLACEAU...... 27

FIGURE 9 : SYNTHÈSE DU PROGRAMME DE TRAVAIL POUR L’ÉTUDE DE LA BIOLOGIE MOLÉCULAIRE...... 32

FIGURE 10 : PRÉPARATION DE LA COMPOSITION DU PCR...... 35

FIGURE 11 : PRINCIPE DES DIFFÉRENTES PHASES DE PCR...... 36

FIGURE 12 : PORTION D’UN ÉLÉCTROPHORÉGRAMME DE FRAGMENT D’ADN MARQUÉS D’UN ÉCHANTILLON DE AERANGIS CITRATA OBTENU À PARTIR DE L’AMORCE ITS5F, DÉCOUPÉE EN LIGNE...... 39

FIGURE 13 : MÉCANISME D’ALIGNEMENT DE SÉQUENCE À PARTIR DES PETITES SÉQUENCES GÉNÉRÉES PAR LES AMORCES...... 40

FIGURE 14 : CALENDRIER PHÉNOLOGIQUE GÉNÉRAL DES ORCHIDÉES RECENSÉES...... 50

FIGURE 15 : AFFINITÉ BIOGÉOGRAPHIQUE DES ESPÈCES D’ORCHIDÉES INVENTORIÉES DE TALATAKELY RANOMAFANA...... 52

FIGURE 16 : SPECTRE BIOLOGIQUE DES ESPÈCES D’ORCHIDÉES INVENTORIÉES DE TALATAKELY RANOMAFANA...... 53

FIGURE 17 : HISTOGRAMME DES ESPÈCES D’ORCHIDÉES SUR LES PLANTES HÔTES LES PLUS UTILISÉS...... 56 LISTE DES PHOTOS

PHOTO 1 : MICROTUBES EN FORME DE BARRETTE PHOTO 2 : MICROTUBES EN PLAQUE. 22

PHOTO 3 : VUE POLAIRE PHOTO 4 : VUE PROFIL...... 22

PHOTO 5 : VUE GÉNÉRALE FIGURE 7 : REPRÉSENTATION SCHÉMATIQUE DE L’INTÉRIEUR ...... 23

PHOTO 6 : GEL D’AGAROSE MONTRANT LES BANDES D’ADNS...... 25

PHOTO 7 : LARVE D’INSECTE NICHANT DANS UN FRUIT DE ANGRAECUM MAURITIANUM. 59

PHOTO 8 : DIFFÉRENTES FORMES D’ÉPÉRON DES ESPÈCES DE AERANGIS...... 63

PHOTO 9 : TAILLE DES AMPLICONS OU PRODUIT DU PCR DE LA RÉGION ITS DU GENRE AERANGIS APRÈS AMPLIFICATION PAR ITS5F ET 26S25R...... 64

PHOTO 10 : PROPITHECUS DIADEMA EDWARDSI PHOTO 11 : HAPALEMUR AUREUS...... 80

PHOTO 12 : HAPALEMUR GRISEUS...... 80

PHOTO 13 : GALIDIA ELEGANS PHOTO 14 : BROOKESIA SUPERCILIARIS. PHOTO 15 : ARGEMA MITREI...... 80

PHOTO 16 : MENSURATION DE FEUILLE DE AERANGIS FASTUOSA PHOTO 17 : MISE EN PAQUET DES ÉCHANTILLONS DE TISSUS...... 81

PHOTO 18 : EXTRACTION D’ADN AU LABORATOIRE...... 81

PHOTO 19 : CYNORKIS SP1 (DITE BUTTER FLY) PHOTO 20 : LIPARIS SP. (PETITE TAILLE) ..82

PHOTO 21 : LIPARIS SP. (À FLEUR VIOLETTE) PHOTO 22 : POLYSTACHYA SP...... 83

PHOTO 23 : CYNORKIS RIDLEYI PHOTO 24 : CYNORKIS VILLOSA...... 83

PHOTO 25 : LEMURELLA VIRESCENS PHOTO 26 : MICROCOELIA GILPINAE...... 84

PHOTO 27 : INFLORESCENCE DE AERANGIS CITRATA PHOTO 28 : FRUITS DE AERANGIS CITRATA ...... 84

PHOTO 29 : PORT DE AERANGIS CLAVIGERA PHOTO 30 : INFLORESCENCE DE AERANGIS CLAVIGERA...... 85

PHOTO 31 : FLEURS DE AERANGIS FASTUOSA PHOTO 32 : FRUIT DE AERANGIS FASTUOSA ...... 85

PHOTO 33 : PORT DE AERANGIS MACROCENTRA PHOTO 34 : INFLORESCENCE DE AERANGIS MACROCENTRA...... 86

PHOTO 35 : INFLORESCENCE DE AERANGIS MODESTA PHOTO 36 : FRUIT DE AERANGIS MODESTA...... 86 PHOTO 35 : INFLORESCENCE DE AERANGIS MODESTA PHOTO 36 : FRUIT DE AERANGIS MODESTA...... 86

PHOTO 1 : MICROTUBES EN FORME DE BARRETTE PHOTO 2 : MICROTUBES EN PLAQUE. 22

PHOTO 3 : VUE POLAIRE PHOTO 4 : VUE PROFIL...... 22

PHOTO 5 : VUE GÉNÉRALE FIGURE 7 : REPRÉSENTATION SCHÉMATIQUE DE L’INTÉRIEUR ...... 23

PHOTO 6 : GEL D’AGAROSE MONTRANT LES BANDES D’ADNS...... 25

PHOTO 7 : LARVE D’INSECTE NICHANT DANS UN FRUIT DE ANGRAECUM MAURITIANUM. 59

PHOTO 8 : DIFFÉRENTES FORMES D’ÉPÉRON DES ESPÈCES DE AERANGIS...... 63

PHOTO 9 : TAILLE DES AMPLICONS OU PRODUIT DU PCR DE LA RÉGION ITS DU GENRE AERANGIS APRÈS AMPLIFICATION PAR ITS5F ET 26S25R...... 64

PHOTO 10 : PROPITHECUS DIADEMA EDWARDSI PHOTO 11 : HAPALEMUR AUREUS...... 80

PHOTO 12 : HAPALEMUR GRISEUS...... 80

PHOTO 13 : GALIDIA ELEGANS PHOTO 14 : BROOKESIA SUPERCILIARIS. PHOTO 15 : ARGEMA MITREI...... 80

PHOTO 16 : MENSURATION DE FEUILLE DE AERANGIS FASTUOSA PHOTO 17 : MISE EN PAQUET DES ÉCHANTILLONS DE TISSUS...... 81

PHOTO 18 : EXTRACTION D’ADN AU LABORATOIRE...... 81

PHOTO 19 : CYNORKIS SP1 (DITE BUTTER FLY) PHOTO 20 : LIPARIS SP. (PETITE TAILLE) ..82

PHOTO 21 : LIPARIS SP. (À FLEUR VIOLETTE) PHOTO 22 : POLYSTACHYA SP...... 83

PHOTO 21 : LIPARIS SP. (À FLEUR VIOLETTE) PHOTO 22 : POLYSTACHYA SP...... 83 PHOTO 23 : CYNORKIS RIDLEYI PHOTO 24 : CYNORKIS VILLOSA...... 83

PHOTO 23 : CYNORKIS RIDLEYI PHOTO 24 : CYNORKIS VILLOSA...... 83

PHOTO 25 : LEMURELLA VIRESCENS PHOTO 26 : MICROCOELIA GILPINAE...... 84

PHOTO 27 : INFLORESCENCE DE AERANGIS CITRATA PHOTO 28 : FRUITS DE AERANGIS CITRATA ...... 84

PHOTO 29 : PORT DE AERANGIS CLAVIGERA PHOTO 30 : INFLORESCENCE DE AERANGIS CLAVIGERA...... 85

PHOTO 31 : FLEURS DE AERANGIS FASTUOSA PHOTO 32 : FRUIT DE AERANGIS FASTUOSA ...... 85

PHOTO 33 : PORT DE AERANGIS MACROCENTRA PHOTO 34 : INFLORESCENCE DE AERANGIS MACROCENTRA...... 86

PHOTO 35 : INFLORESCENCE DE AERANGIS MODESTA PHOTO 36 : FRUIT DE AERANGIS MODESTA...... 86

LISTE DES CARTES PLANCHES PHOTOGRAPHIQUES

Photo 24 : Port de Aerangis macrocentra Photo 25 : Inflorescence de Aerangis macrocentra Photo 26 : Inflorescence de Aerangis modesta Photo 27 : Fruit de Aerangis modesta

LISTES DES ANNEXES

ANNEXE I : CIRCUIT TOURISTIQUE DE TALATAKELY – RANOMAFANA

ANNEXE II : DONNÉES MÉTÉOROLOGIQUES DE LA MICROSTATION DE TALATAKELY – PNR (1997 – 2005)

ANNEXE III : NOMBRE DES TOURISTES ET DES CHERCHEURS DE 1991 À 2004

ANNEXE IV : DISTRIBUTION GÉOGRAPHIQUE DES AERANGIS (RCHB.F.) À MADAGASCAR

ANNEXE V : EXEMPLE DE BASE DE DONNÉE SUR TERRAIN

ANNEXE VI : COMPOSITION DE BASE D’UNE RÉACTION DE PCR

ANNEXE VII : COMPOSITION DE LA SOLUTION POUR LA RÉACTION DE SÉQUENÇAGE

ANNEXE VIII : EXEMPLE D’ALIGNEMENT DE SÉQUENCE PAR LE LOGICIEL CLUSTALW ANNEXE IX : COMPARAISON D’UN EXEMPLE DE SÉQUENCE OBTENUE SUR AERANGIS MACROCENTRA RAN#482.05 PAR LES BASES DE DONNÉES NCBI

ANNEXE X : ETAT PHÉNOLOGIQUE DES ORCHIDÉES RECENSÉES DANS LES PLACEAUX EN MAI ET EN AOÛT 2005

ANNEXE XI : LISTE DES PLANTES HÔTES DES ORCHIDÉES ÉPIPHYTES RECENSÉES

ANNEXE XII : NOMBRE D’INDIVIDU DE CHAQUE ESPÈCE D’ORCHIDÉE RECENSÉE SUR CHAQUE PLANTE HÔTE

ANNEXE XIII : RICHESSE SPÉCIFIQUE ET GÉNÉRIQUE DE CHAQUE PLACEAU

ANNEXE XIV : RÉSULTAT BRUT DE L’INVENTAIRE DES ORCHIDÉES À TALATAKELY - PNR (MAI ET AOÛT)

ANNEXE XV : RÉPARTITION VERTICALE DE CHAQUE ESPÈCE D’ORCHIDÉE RECENSÉE

ANNEXE XVI : TAUX DE RÉGÉNÉRATION DE CHAQUE ESPÈCE D’0RCHIDÉE OBSERVÉE À TALATAKELY RANOMAFANA

ANNEXE XVII : CARACTÉRISTIQUES DES INDIVIDUS DES CINQ ESPÈCES DE AERANGIS CIBLÉES

ANNEXE XVIII : RÉSULTATS DE LA COMPARAISON PAR BLAST DES SÉQUENCES DE CHAQUE ESPÈCE DE AERANGIS AVEC LES BASES DE DONNÉES DU NCBI

LISTE DES ABREVIATION

A : Adénosine ABI : Applied Biosystems ADN : Acide Désoxyribonucléique AFLP : Amplified Fragment Length Polymorphism ANGAP : Association Nationale pour la Gestion des Aires Protégées ARN : Acide Ribonucléique BEt : Bromure d’Ethidium BLAST : Basic Local Alignment Search Tool C : Cytosine CCR : Center for conservation and Research (Centre pour la conservation et la recherche) CITES : Convention on International Trade of Endagered Species of wild Fauna and Flora CTHA : Centre Technique Horticole d’Antananarivo dATP : Désoxyadénine-5’triphosphate DBEV : Département de Biologie et Ecologie Végétales dCTP : Désoxycytidine-5’triphosphate ddATP : Di désoxyadénine-5’triphosphate ddCTP : Di désoxycytidine-5’triphosphate ddGTP : Di désoxyguanosine-5’triphosphate ddNTP : Di Désoxyribonucléotide ddTTP : Di désoxythymidine-5’triphosphate DGEF : Direction Générale des Eaux et Forêts dGTP : Désoxyguanosine-5’triphosphate DIF : Di foramide dNTP : Désoxyribonucléotide dNTPs : Désoxynucléotides-5’triphosphate dTTP : Désoxythymidine-5’triphosphate EDTA : Ethylene Diamine Tetracetic Acid ETS : External Transcribed Spacer (Espaceur Transcrit externe) FTM : Foibe Tao-tsaritanin’i Madagasikara G : Guanine gb : Gen Bank GPS : Global Positionning System HDZ : Omaha’s Henry Doorly Zoo IGS : Inter Genic Spacer (Espaceur InterGenique) ITS : Internal Transcribed Spacer (Espaceur Transcrit Interne) KCl : Chlorure de Potassium M : Molaire MBBP : Madagascar Biodiversity and Biogeography Project

MgCl2 : Chlorure de Magnésium MICET : Madagascar Institut pour la Conservation des Environnements Tropicaux MINENVEF : Ministère de l’Environnement et des Eaux et Forêts ml : millilitre mM : Milli Molaire NCBI : National Center for Biotechnology Information ng : Nanogramme nl : Nanolitre RAPD : Random Amplified Polymorphism DNA pb : Paire de Base PCR : Polymerase Chain Reaction (Réaction de Polymérisation en Chaîne) PCR-RFLP : Polymerase Chain Reaction-Restriction Fragment Length Polymorphism pH : Potentiel Hydrique PN : Parc National PNR : Parc National de Ranomafana RUBISCO : Ribulose 1,5 – Diphosphate Carboxylase/Oxygenase SAB : Sérum Albumine Bovine T : Thymine TAN : Code International de l’Herbarium du Parc Botanique et Zoologique de Tsimbazaza Taq : Thermus aquaticus TBE : Tris Borate EDTA UICN : Union Internationale pour la Conservation de la Nature UV : Ultra-Violet μg : Microgramme μl : Microlitre GLOSSAIRE

Acide nucléique : Macromolécule constituée de nucléotides polymérisés. Il en existe 2 formes : ADN et ARN. ADN chloroplastique : (ADNcp) : ADN présent dans le chloroplaste. ADN mitochondrial : (ADNmt) : ADN circulaire présent dans les mitochondries. ADN ribosomique : Locus codant pour ARN ribosomique Amorce : Oligonucléotide qui, hybridé avec une matrice d’acide nucléique, permet à une polymérase d’initier la synthèse d’un brin complémentaire. Amplicon : Produit d’une réaction d’amplification (Produit du PCR). Annelage : Hybridation d’un oligonucléotide synthétique à un acide nucléique simple brin. Banque de gène : Localisation physique où des collections de matériels génétiques sous forme de graines, tissus ou cellules reproductrices végétales ou animales sont conservées. Base azotée : Les purines (Adénine et Guanine) et les pyrimidines (Cytosine et Thymine ou Uracile) qui sont présents dans l’ADN et l’ARN. Biologie moléculaire : Etude des processus vivant au niveau moléculaire. Bromure d’Ethidium : Colorant fluorescent carcinogène pouvant s’intercaller entre les paires de base d’un ADN double brin, d’où son large emploi pour visualiser l’ADN dans les gels. Chromosomes : Ce sont des structures linéaires, dans les cellules eucaryotes, contenant la plupart des gènes responsables de la différenciation et de l’activité de la cellule. Co-facteur : Molécule organique ou un ion organique nécessaire pour l’activité catalytique normale d’une enzyme (=co-enzyme). Consensus : Séquence de l’échantillon étudié, obtenue lors du séquencçage Contig : Ensemble de fragments d’ADN clonés chevauchants pouvant être ensemble pour représenter une région définie du chromosome ou du génome duquel ils ont été obtenus. Dénaturation d’acide nucléique : conversion d’acide nucléique de l’état double brin à l’état simple brin par la chaleur ou par l’alcalinisation. Didésoxyribonucléotide (ddNTP) : Désoxyribonucléotide synthétique privé d’un groupe 3’hydroxyl, alors, incapable de former des liaisons phosphodiester 3’-5’ nécessaires à l’élongation de la chaîne. Electrophorèse sur gel d’Agarose : Technique de séparation des molécules d’ADN et d’ARN en fonction de leur taille, dans laquelle les échantillons sont soumis à un champ éléctrique appliqué au gel d’Agarose Enzyme : Protéine qui, à une très faible concentration, catalyse des réactions chimiques spécifiques sans être transformée par elles. Espaceur Inter Génique (IGS) : ADN non codant séparant des copies arrangées en tandem d’une séquence génique répétée. Espaceur Transrit Interne (ITS) : Région non codant séparant des composants individuels des unités d’ADN ribosomique. Espaceur : ADN espaceur : séquence d’ADN non transcrit, séparant les gènes à l’intérieur des unités répétées. Gène : Unité d’hérédité transmise d’une génération à l’autre par reproduction sexuée ou asexuée. Génome : Ensemble complet du matériel génétique (les gènes et les séquences non codantes) présent dans chaque cellule d’un organisme, virus ou organite. Kilobase : Unité de longueur des acides nucléiques (1Kb équivaut à mille pires de bases). Matrice : Brin d’acide nucléique copié lors de la réplication ou la transcription par la polymérase adéquate. Nucléoside : Base (Purine ou Pyrimidine) liée par une liaison covalente à un sucre à 5 atomes de carbones (sucre pentose). Nucléotide : Nucléoside avec un ou plusieurs groupements liés à l’hydroxyl 3’ ou 5’ d’un sucre pentose. Polymérase : Enzyme qui catalyse la formation d’un polymère à partir de monomères, un ADN polymérase synthétise l’ADN à partir de désoxyribonucléosides triphosphates en utilisant un brin complémentaire d’ADN et une amorce. Rejet adulte immature : Individus qui présentent un aspect de plantes adultes (de grande taille avec des feuilles en forme définie) et qui sont susceptible de produire des fleurs. Rejet adulte mature : Individus qui ont produit des fleurs pendant les périodes d’observation ou au cours des années antérieures. Rejet jeunes : Individu qui ne possèdent pas encore de structure reproductrice (ébauche des fleurs). Rejet : Individus qui sont génétiquement identiques, capable de survivre isolément. Ribonucléase (RNase) : Toute enzyme qui catalyse l’hydrolyse de l’ARN. Séquençage d’ADN : Procédure pour déterminer la séquence en nucléotides d’un fragment d’ADN. Séquence : Ordre linéaire de nucléotides le long d’une molécule d’ADN ou d’ARN. Taq polymérase : ADN polymérase thermostable isolé à partir des bactéries thermophiliques : Thermus aquaticus, et largement utilisée en PCR. Velamen : (Voile) : un épiderme spongieux, constitué de grandes cellules mortes par le dédoublement de la zone pilifère.

INTRODUCTION

La famille des Orchidaceae est une très grande famille des Monocotylédones comprenant dans le monde plus de 25000 espèces réparties en 850 genres (DRESSLER, 1982 ; STEWART et GRIFFITHS, 1995 ; MAK, 2001). C’est la troisième famille en nombre d’espèce avant les Rubiaceae (DAVIS & BRIDSON, 2003) et après les Asteraceae et les Rosaceae (ONE, ANGAP, PNUE, 1997). A Madagascar, cette famille comprend 60 genres répartis dans environ 2000 espèces avec une endémicité spécifique atteignant 80% (DUPUY et al., 1999). Les Orchidées, une famille immense, très diversifiée sont adaptées à un vaste éventail de niches écologiques (WITHNER, 1959 ; QUILLET, 1970 ; LECOUFLE, 1981 ; JODRA, 2005). Elles sont présentes dans tous les types de végétation de Madagascar. En majorité, cette famille est rencontrée dans les forêts humides orientales de basse et moyenne altitudes et dans l'ensemble des régions montagneuses à une altitude supérieure à 800 m : les secteurs de Tsaratanana, Marojejy, Ankaratra, Andringitra et Andohahela (COUDRAY et al., 1994 ; MAK, 2001). Il en est de même dans les aires protégées comme le Parc National de Ranomafana (PNR). En plus de leur diversité et de leur endémicité élevées, les Orchidées malgaches ont une valeur exceptionnelle dans différentes formes d’utilisation. Elles présentent une potentialité économique non négligeable, grâce à leur aspect ornemental et à leur arôme très intéressant comme chez les genres Vanilla, Aerangis, Aeranthes et Angraecum (RAVO, 1996). Différentes parties de certaines espèces sont consommées comme les feuilles, les tubercules et les jeunes racines de Eulophia reticulata. D’autres sont utilisées comme des plantes médicinales, par exemple Eulophia beravensis qui est un remède contre les troubles nerveux (DUPUY et al., 1999), certaines espèces de Angraecum et de Eulophiella contre les fausses couches et les hémoragies (RABAKONANDRIANINA, Communication personnelle). L’importance de ces Orchidées sur le plan économique, médicinale et culinaire, ainsi que touristique, entraîne des collectes sélectives abusives sur ces espèces. Ces actions néfastes aggravées par la dégradation des habitats naturels menacent de disparition les orchidées malgaches. Des efforts de conservation sont néanmoins déployés pour protéger ces patrimoines nationaux comme la création des Aires Protégées (MAK, 2001). Certaines espèces sont inscrites dans la liste rouge de l’IUCN et toutes les Orchidées malgaches sont

1 des plantes CITES dans les Annexes I et II (CITES, 2002). En revanche, des recherches sur les orchidées malgaches ont été entreprises dans le but de dégager leur importance et de déterminer leur statut de conservation. Citons par exemple les recherches les plus récentes comme : - Etude sur la biologie de la reproduction de nombreuses espèces effectuée par RABAKONANDRIANINA (1998) sur de nombreuses espèces de Angraecum ; - Inventaire et études écologiques de la population d’Orchidées dans les différentes formations végétales du Parc National Tsingy de Bemaraha (ROGER et al., 2004) ; - Biologie de reproduction réalisée par RASOLONJATOVO en 2004, sur les Orchidées de la forêt d’Antsahabe Est (Anjozorobe), surtout Angraecum obessum ; - Multiplications in vitro effectuées par RAMANAMPAMONJY (2004) sur Aeranthes grandiflora, RABE ANDRIANANDRASANA (2004) sur Cymbidiella flabellata et Aerangis platyphylla, RAHELIVOLOLONA (2005) sur Eulophiella roempleriana et Grammangis et par le Parc Botanique et Zoologique de Tsimbazaza (PBZT) en vue de leur conservation et par le Centre Technique Horticole d’Antananarivo (CTHA) pour la multiplication. - Autres études de la reproduction faites par RAJAOVELONA en 2005, sur Angraecum longicalcar et par RAMAHENINA en 2006, sur Eulophiella roempleriana ; - Etude de quelques maladies des Orchidées entreprise par RASAMBARITAFIKA (2006). Très recemment, FALINIAINA (2005) a fait l’étude moléculaire des Orchidées provenant de Madagascar, notamment Eulophiella, Gastrorchis et Phaius. Certes, le traitement taxonomique des Orchidées malgaches a été fait par PERRIER DE LA BATHIE de 1939 à 1941 mais les travaux méritent une révision totale. Le genre Aerangis comprend 60 espèces réparties dans le monde tropical dont 21 d’entre elles sont rencontrées à Madagascar avec une endémicité de 86% (PERRIER DE LA BATHIE, 1939 ; MABBERLEY, 2002). Il fait partie des genres les plus recherchés sur les marchés local et international, et les plus appréciés par les orchidophiles. Moins de 10 espèces ont fait l’objet de recherche et aucune étude moléculaire n’a été effectuée.

2 Dans une collaboration entre Omaha’s Henry Doorly Zoo, le « Madagascar Biodiversity and Biogeography Project » (MBBP) et le Département de Biologie et Ecologie Végétales (DBEV), une étude intitulée ; « Inventaire des Orchidées de Talatakely, Parc National de Ranomafana, études morphologique et moléculaire de cinq espèces du genre Aerangis (Rchb.f.) » a été entreprise. C’est la première étude à la fois écologique, biologique et moléculaire des Orchidées de Talatakely, en vue d’atteindre l’objectif principal qui est de fournir des informations de base du point de vue écologique, biologique et moléculaire sur quelques Orchidées de Talatakely Ranomafana ; Spécifiquement il s’agit de : - montrer la diversité biologique des Orchidées de Talatakely Ranomafana et de déterminer l’état de leur population naturelle ; - enrichir les critères utilisés dans la détermination du taxon, spécialement sur les espèces de Aerangis les plus rencontrées dans la forêt de Talatakely par l’étude morphologique et par la biologie moléculaire en essayant de maîtriser la méthode appliquée dans cette dernière.

3 1 PRESENTATION DU MILIEU D’ETUDE 1.1 Historique du milieu d’étude La ville de Ranomafana a été formée auparavant par quatre hameaux situés de part et d’autre de la rivière Namorona. En 1880, le nom « RANOMAFANA » a été utilisé après la découverte d’une source thermale naturelle par un guérisseur traditionnel « RAFALIANA Ragnovavy ». Outre l’importance de la source thermale, la forêt représente une autre richesse. Elle a été considérée comme « forêt classée » avant 1991. A partir de cette date, grâce à sa richesse en diversité biologique, le Gouvernement Malgache a changé son statut en Aire Protégée de priorité n°1. C’est le quatrième Parc National créé parmi les dix huit Parcs Nationaux existant à Madagascar. Il a été décrété sous le numéro 91-250 du 7 mai 1991, et inauguré le 31 Mai 1991. Avant la création de l’ANGAP Ranomafana en 1992 qui le dirige actuellement, il était sous la direction des Eaux et Forêts (RAKOTONIRINA, 2001 ; RAZAKAMANANA, 2002 ; BLANC PAMARD, 2005). 1.2 Situation géographique Le Parc National de Ranomafana est localisé sur la falaise du Sud Est de Madagascar, sur la limite Est des Hauts Plateaux (WILLIAMS, 2001). C’est un Parc situé à la limite de la Région de Vatovavy Fitovinany et la Région de la Haute Matsiatra. Il est à cheval sur trois Fivondronana : Fianarantsoa II, Ifanadiana et Ambohimahasoa (MAEP, 2003). Localisé à 400km de la Capitale d’Antananarivo, à 90km de la Côte Est sur la Route Nationale n°25 vers Mananjary et à 60km au Sud-Est de Fianarantsoa par la Route Nationale n°45, il se situe entre 47°18’ - 47°37’ E et 21°02’ - 21°25’ S. Ce Parc, d’une superficie de 40613 hectares, avec un périmètre de 251,13km, est entouré par une zone périphérique d’une largeur moyenne de 3km et d’une superficie de 80600ha (BLANC PAMARD, 2005). Il est subdivisé en trois parcelles de surface inégale, et est représenté par la carte n°1 (ANGAP, 2000) : Parcelle 1 (25260ha), Parcelle 2 (1613ha) et Parcelle 3 (13740ha). A l’intérieur de la Parcelle n°3 se trouve le site d’étude de « Talatakely ». C’est à la fois un site touristique avec un système de circuits très développés (Annexe I), réalisé par Georges Williams en 1986-1987, et un site de recherche (FAHY, 2001 ; ICTE, 2006).

4 N

Carte n° : Localisation de la zone d’étude et les villages dans la zone périphérique du Parc National de Ranomafana

5 1.3 Milieu physique

1.3.1 Topographie Le PNR fait partie de l’escarpement de la falaise Tanala. C’est une région montagneuse avec des reliefs polyédriques multifaces formés de successions de collines encaissant des vallées étroites et des bas fonds (HERVIEU, 1961 ; RANDRIANASOLO, 1997). L’altitude est comprise entre 400m et 1374m ; les deux points culminants étant le Mont Maharira (1374m) au Sud et le Mont Vohidratiana (1316m) au Nord.

1.3.2 Géologie Le PNR se trouve sur un vieux socle cristallin appartenant au système de graphite (WINDLEY et al., 1994). En 1968, CHANTRAINE a fait une description géologique plus approfondie de cette région. Selon cet auteur, le vieux socle appartient au groupe d’Ambatolampy et au groupe de migmatite, migmatite granitoïde et granite. Ce socle est dominé par des gneiss migmatitiques du précambrien et est constitué par des migmatites schisteuses à biotite, parfois à hornblende, intercalées par de micaschistes. L’altération de ces derniers donne des argiles latéritiques à zone inférieure arénacée, peu argileuse et non sujette au glissement.

1.3.3 Pédologie Les sols du PNR sont en général acides avec un pH de 4,5 à 5,1. Ils sont peu fertiles et sont de type ferralitique jaune sur rouge ou latérite sur roche acide (HERVIEU, 1961; GRENFELL, 1995). La teneur en matière organique varie selon les éléments à l’interieur de ces sols. Ces derniers contiennent en moyenne 3% de Potassium, 3% de Calcium et une faible quantité de Magnésium mais un taux toxique en Aluminium (WRIGHT et CHARKS, 1990 ; JOHNSON, 1994). En outre, les études faites par RIQUIER en 1968, représentés par la carte n°2, montrent quatre types de sol : - les sols humifères des forêts ombrophiles dont Talatakely possède, - les sols d’érosion lithiques sur gneiss (acide), - les sols d’érosion lithiques sur grès, - les sols indurés concrétionnés rouges et jaunes.

6 Sols à sesquioxydes Sols ferralitiques Sols typiques jaunes sur rouges (parfois tendance hydromorphe) sur acide : sols d’érosion lithique sur gneiss Sol peu évolué Sols d’érosion d’origine non climatique Rankers lithosoliques : sols humifères des forêts ombrophiles Sols indurés concrétionnés ou cuirassés Sols jaunes sur rouges (en général) Rouges ou jaunes sur roche basiques Sols à minéraux bruts Sols d’érosion d’origine non climatiques Sols lithiques sur quartzite

Carte n° : Carte géologique et pédologique de la région de Ranomafana (Source : RIQUIER, 1968)

7 1.3.4 Hydrologie Les réseaux hydrographiques de Ranomafana sont très denses. De petits cours d’eaux alimentant la rivière Namorona sont rencontrés tous les 200m ou 500m (RATOVOHERY ANDRIAMAHEFA, 1993). Cette rivière a sa particularité avec différentes chutes dont les plus importantes sont celle de Mangalahenatra (plus de 90m de hauteur) et celle d’Andriamamovoka (avec une hauteur de 83,3m). Ces chutes fournissent de l’énergie à la Centrale Hydroélectrique de Ranomafana qui ravitaille en électricité la partie Sud Est de Madagascar (RANDRIANASOLO, 1997). Dans la parcelle n°3 où se trouve Talatakely, au Nord, les principaux cours d’eaux sont Ambatovory, Sakaroa, Andranoroa et Andranohasina, au centre se situe Ivalohoaka et au Sud se trouvent Menavava, Sahavanana, Ampoza et Faraony (ANGAP Ranomafana, non publié).

1.3.5 Climatologie Le climat de la région de Ranomafana est conditionné par l’Alizé, un vent chaud et humide du secteur Sud-Est. Les données climatiques de 1997 à 2005 sont obtenues à partir d’un HOBO, une microstation placée au sein de la zone de recherche Talatakely (Annexe II). a. Précipitation La valeur moyenne de la précipitation annuelle est de 2911,31mm de pluies en 250 jours. L’année 2004 a été la plus arrosée avec une précipitation moyenne annuelle de 3778,3mm d’eau tandis que la moins arrosée a été l’année 1997 avec 1273mm d’eau. Le nombre maximum de jour de pluies est de 273 jours en 2002 et le minimum est de 227 jours en 1997. La précipitation moyenne mensuelle varie de 105,82mm en septembre à 461,91mm en février. Elle se répartie en 14,9 jours pour le mois de septembre et en 26 jours pour les mois de janvier et février. b. Température La température moyenne annuelle de la région est de 18,23°C avec un minimum de 14,1°C pour le mois de juillet et un maximum de 21°C pour les mois de décembre, janvier et de février. L’écart thermique est faible d’une valeur de 6,9°C. c. Diagramme ombrothérmique Les variations annuelles de la température (T) et des précipitations (P) de la microstation de Talatakely sont représentées sur le diagramme ombrothermique (Figure 1), établi à partir de la méthode de GAUSSEN (1955).

8 Si la pluviométrie P est inférieure au double de la température T (P < 2T), les mois écologiquement secs se déduisent du graphe obtenu. Ainsi dans cette région, la saison sèche n’existe pas. Grâce au conditionnement du vent d’alizé du secteur Est-Sud-Est qui apporte une grande humidité et des pluies abondantes et à la couverture végétale constituant naturellement un réservoir d’eau, cette région est parmi les plus pluvieuses de la province (PERRIER DE LA BATHIE, 1921 ; KOECHLIN et al., 1974).

Précipitation Température (mm) (°C) 500 250

450 225

400 200

350 175

300 150

250 125

200 100

150 75

100 50

50 25

0 0 Mois t l et ù e re e e r er s i i in ll o r r r ie i r r a i b b b b v r a v M Ju u A m to m m n v M A J te c e e a Fé p O v éc J e No D S Précipitation moyenne Température moyenne

Figure 1 : Diagramme de Gaussen de la région de Talatakely Ranomafana (1997 – 2005) (Source : ANGAP, 2006) d. Bioclimat Le bioclimat de Talatakely Ranomafana est caractérisé par l’absence de saison sèche d’après le diagramme de Gaussen (Figure 1). Avec une précipitation moyenne annuelle supérieure à 2000mm et une température moyenne de 18,23°C, ce Parc appartient au bioclimat perhumide tempéré (CORNET, 1974 ; KOECHLIN et al., 1974)

9 1.4 Milieu biotique

1.4.1 Flore et végétation La formation végétale de Ranomafana est du type mixte (Carte n°3). Ce mélange est dû à la variation altitudinale et aux conditions climatiques de la région (LOWRY et al., 1997). Elle fait partie de la flore du vent de PERRIER DE LA BATHIE (KOECHLIN et al., 1974). En fonction de l’altitude, cette formation appartient à la fois à deux divisions phytogéographiques.  De basse altitude à 800m, elle fait partie du Domaine Oriental de HUMBERT (1955) ; de la Région Orientale de PERRIER DE LA BATHIE (1921) et de la Zone éco- floristique orientale de basse altitude (FARAMALALA, 1988). Le climax est formé d’une forêt dense humide sempervirente de basse altitude. Il correspond à la série à Anthostema et Myristicaceae de Humbert. Dans cette zone, les espèces dominantes sont : Canarium sp. (Burseraceae), Sloanea sp., Hymenophyllum sp. (Hymenophyllaceae) et Asplenium sp. (Aspleniaceae).  d’altitude supérieure à 800m dont Talatakely fait partie, la forêt appartient au Domaine Central de HUMBERT (1955) ; à la Région Orientale de PERRIER DE LA BATHIE (1921) et caractérisée par la forêt à mousses et à sous bois herbacés (KOECHLIN et al., 1974). Elle appartient aussi à la Zone éco-floristique orientale de moyenne altitude de FARAMALALA (1988) avec une forêt de type dense humide sempervirente de moyenne altitude, de la série à Tambourissa et Weinmannia de Humbert (HUMBERT et COURS DARNE, 1965). Les espèces dominantes sont Polyscias sp. (Sapindaceae), Cussonia sp., Schefflera sp. (Araliaceae), Weinmannia sp. (Cunoniaceae), Eugenia sp. (Myrtaceae), Symphonia sp. (Clusiaceae) et Medinilla sp. (Melastomataceae).

10 N

Carte n° : Formations végétales de Ranomafana (Sources: ANGAP; FTM BD 500; MEF/FTM (IEFN 1990- 1994)

11 Actuellement, la forêt de Talatakely est une formation secondaire âgée (RAHAJANIRINA, 2000). Selon les études faites par RAKOTONIRINA (2001), cette végétation a un degré d’ouverture générale de 70% à 80%, et présente une canopée de 14m à 16m de haut avec des émergents de 22m à 25m. Elle est constituée de quatre strates : - une strate arborée supérieure avec des arbres de 14-16m de hauteur et avec des espèces abondantes de Weinmannia bojeriana (Cunoniaceae), Cryptocaria acuminata et Cryptocaria crassifolia (Lauraceae), Cathariostachys madagascariensis (Bambusaceae) et des espèces de Ficus (Moraceae) ; - une strate arborée moyenne avec des arbres ayant une hauteur de 8-14m. Les espèces dominantes sont : Tambourissa tricophylla, Ephippiandra madagascariensis (Monimiaceae) et Symphonia sp. (Clusiaceae) ; - une strate arbustive avec des arbres et des arbustes de 4-8m de hauteur et une abondance de Psychotria (Rubiaceae) et Cyathea (Cyatheaceae) ; - une strate herbacée discontinue, quelquefois dense dans certaines zones, constituée de fougères et d’espèces de Poaceae comme Panicum sp. (Vilonala). Dans certaines zones, Psidium cattleyanum (Myrtaceae) est très abondante et envahissante. Cette espèce est répartie dans la strate arborée moyenne, la strate arbustive et dans la strate herbacée de la végétation.

1.4.2 Faune Comme la flore, la faune est très diversifiée (Planche photographique n°1). La forêt abrite beaucoup d’espèces d’animaux (RAZAFINDRATSITA, 1995 ; GREENFELL, 1995 ; GOODMAN et RAZAFINDRATSITA, 2001 ; RAKOTONIRINA, 2001 ; ANGAP, 2002 ; BLANC PAMARD, 2005) : - 40 espèces de Mammifères, y compris 12 lémuriens dont Hapalemur aureus endémique du parc ; - 6 espèces de Carnivores dont les plus remarquables sont : Galidia elegans (Vontsiramena), Fossa fossana (Fosa), Cryptoprocta ferox (Fosavarika) ; - 11 espèces d’Afrosoricides (ou Insectivores) tel que les tenrecs (Tenrec ecaudatus, Hemicentetes nigricepes) ; - 8 espèces de Chiroptères comme Myzopoda aurita ; - 6 espèces de rongeurs endémiques de la région et appartenant à la famille des Nesomydae (ancienne Cricetidae) ; - 118 espèces d’oiseaux incluant les 5 familles endémiques de Vangidae et de

12 Brachypteraciidae ; - 25 espèces de Reptiles et 53 espèces d’Amphibiens ; - 6 espèces de poisson tel que Bedotia ranomafaniensis (Jono, zona), Gobius sp. (Toby) ; - 6 espèces de crustacés : Astacoides caldweli (Oramena), Astacoides betsileonsis (Oransatria), Astacoides granulimanus (Oranjena), Astacoides madagascariensis (Orambato), Astacoides crosnieri (Oramby) ; - Milliers d’espèces d’insectes ; - 97 espèces de papillons dont 4 sont rares ; Graphium endochus, Charaxes cowani, Euxanthe madagascariensis et Acreaea boya ; - 350 espèces d’Arthropodes. 1.5 Milieu social

1.5.1 Démographie La population de la région du Parc National de Ranomafana vit principalement dans la zone périphérique qui s’étend sur sept Communes dont fait partie la Commune Rurale de Ranomafana. Ces communes font partie des Fivondronana de Fianarantsoa II et d’Ambohimahasoa à l’Ouest et une partie du Fivondronana d’Ifanadiana à l’Est. Elle compte 123 villages et environ 25000 habitants (BLANC PAMARD, 2005). La commune rurale de Ranomafana est composée de 8 Fokontany. En l’an 2000, cette commune compte une population de 10186 habitants (RAKOTONIRINA, 2001). En février 2005, ce nombre a augmenté à 12783 habitants (Commune Rurale de Ranomafana, 2005). Les principales ethnies de la région sont les Betsileo (55%) et les Tanala (42%). Le reste (3%) est formé par d’autres ethnies de Madagascar (ANGAP, 2002).

1.5.2 Activités de la population L’agriculture est la principale activité de la population de Ranomafana. Le système traditionnel « Tavy » ou culture itinérante sur brûlis reste le plus utilisé malgré la loi interdisant cette pratique. La population cultive des bananiers et des ananas dans les jachères (RANDRIANASOLO, 1997 ; ANGAP, 2002). Outre l’agriculture, la forêt est utilisée dans plusieurs domaines comme : - lieu d’approvisionnement en matériaux de construction (Ravenala, Bambou,…) et en bois d’œuvre (Dalbergia, Ocotea,…) ; - réserve de chasse des animaux (les sangliers, les tenrecs,….) - pâturage à bœufs pendant la saison de culture. Ces boeufs se nourrissent des

13 plantes du sous-bois comme Panicum sp. (Vilonala). - approvisionnement en produits halieutiques considérables dans les cours d’eau comme les poissons, les écrevisses, les grenouilles et les anguilles,… Les produits directs de la forêt constituent également une source de revenu pour la population grâce au tourisme et aux recherches réalisées dans la région. La population locale assure le guidage des touristes ou des chercheurs pendant leur passage. Le nombre de touriste varie de 2701 à 15445 respectivement en 1993 et en 2004. Le nombre des chercheurs enregistré par le responsable de l’ANGAP de 1991 à 2004 atteint 904 personnes (Annexe III). Parmi eux, 59,73% soit 540 personnes sont des chercheurs internationaux (ANGAP, 2005).

14 2 MATERIELS ET METHODES Les matériels et méthodes suivants ont été adoptés afin d’atteindre les objectifs de l’étude. Cette partie traitera principalement l’étude écologique des orchidées ainsi que les études morphologique et moléculaire des cinq espèces de Aerangis présentes à Talatakely, Ranomafana. 2.1 Matériels d’étude Les matériels utilisés sont répartis en deux groupes : les matériels biologiques représentés par les orchidées et les matériels de laboratoire.

2.1.1 Matériels biologiques Le mot « ORCHIDEE » vient du Grec « orkys » devenu « orchis » en latin, en référence aux deux tubercules souterrains des orchidées des zones tropicales, et le nom Aerangis provient de deux mots grecs : « aer » qui signifie air et « angos » (bateau) suite à l’allusion probable au long éperon des différentes espèces (LECOUFLE, 1981; VIVIANE, 2006 ; WIKIPEDIA, 2006b). Durant les travaux sur terrain, des individus vivants de Aerangis dans le milieu naturel ou des specimens d’herbiers (matériels secs) constituent les matériels végétaux. a. Position systématique La classification des Orchidées a évolué depuis Schlechter en 1926, Lindley en 1933, Linnée en 1935, et les autres auteurs modernes. Ces classifications sont basées sur des caractères très subtils dont les plus utilisés sont les caractères des étamines (LECOUFLE, 1981). La plus récente classification des Orchidées est celle de JUDD et al. en 1999. Elle a été établie en tenant compte de la structure morphologique et anatomique des organes, ainsi que des caractéristiques moléculaires ou constituantes biochimiques (protéines, flavonoïdes, ARN et ADN). A partir de la classification de JUDD et al. (1999), les Orchidées sont classées dans :

REGNE : PLANTAE SOUS-REGNE : TRACHEOBIONTA EMBRANCHEMENT : SPERMATOPHYTA SOUS-EMBRANCHEMENT : MAGNOLIOPHYTA CLASSE : LILIOPSIDA SOUS-CLASSE : LILIIDAE ORDRE : ASPARAGALES FAMILLE : ORCHIDACEAE

15 Selon différents auteurs, cette famille se divise en plusieurs sous-familles, puis en tribus et en sous tribus. Elle est généralement subdivisée en deux grands groupes suivant le nombre des étamines fertiles : les DIANDREES à deux étamines fertiles avec deux tribus (les APOSTASIOIDEAE et les CYPRIPEDIOIDEAE) et les MONANDREES à une seule étamine fertile. Toutes les orchidées malgaches appartiennent à ce dernier groupe qui est subdivisé en trois sous groupes (SCHLECHTER, 1927 ; LINDLEY, 1930 ; PERRIER DE LA BATHIE, 1939 ; DRESSLER, 1982 ; BLAIS, 2006) : - Les SPIRANTHOIDEAE qui ont des fleurs à une seule étamine fertile avec anthère en position dorsale, dressée et à pollen en masses molles et farineuses ; - Les ORCHIDOIDEAE, plantes à tubercule ayant des fleurs à une seule étamine fertile avec anthère soudé par le dos au gynostème, pollens en masses molles et farineuses ; - Les EPIDENDROIDEAE qui sont des espèces à une seule étamine fertile avec anthère articulée, caduque, couchée ou rabattu en avant, implantée sur la face dorsale du gynostème. La sous-famille des VANDOIDEAE, où se trouve le genre Aerangis appartient à ce sous groupe. La classification des Aerangis selon JUDD et al. (1999) est alors :

REGNE : PLANTAE SOUS-REGNE : TRACHEOBIONTA EMBRANCHEMENT : SPERMATOPHYTA SOUS-EMBRANCHEMENT : MAGNOLIOPHYTA CLASSE : LILIOPSIDA SOUS-CLASSE : LILIIDAE ORDRE : ASPARAGALES FAMILLE : ORCHIDACEAE SOUS-FAMILLE : VANDOIDEAE TRIBU : VANDEAE SOUS-TRIBU : AERANGIDINAE GENRE : Aerangis (Reichenbach fils, 1965)

Toutes les Orchidées malgaches sont connues sous les noms vernaculaires de VELOMIHANTONA ou VELOMIHANTO ou VELOMIRIARIA ou encore les fleurs fières (RAVO, 1996), HANITRINIALA (DOMINIQUE, 2006), HAZOMIAVONA ou BEMATSATSO sur les Hautes Terres et FELAMANTA ou TSIKONDROKONDRO sur la Côte Est (RASOLONJATOVO, 2004).

16 b. Description morphologique de Aerangis Les Aerangis sont des herbacées vivaces présentant des aspects extérieurs différentes les uns des autres. Le genre Aerangis se distingue des autres genres par sa petite taille, son appareil végétatif et son appareil reproducteur (LECOUFLE, 1981 ; FANFANI et ROSSI, 1989). C’est une plante épiphyte ou rarement épilithe. Tige courte, racines longues, épaisses et nombreuses, issue de la base des tiges et assurant le rôle d’ancrage et accomplissant d’autres fonctions comme la photosynthèse qui est assurée par l’extrémité des jeunes racines ; la nutrition, la respiration et la réserve grâce à la présence d’un tissu épidermique spécial spongieux « le voile ou le velamen » (LECOUFLE, 1981 ; FANFANI et ROSSI, 1989 ; VIVIANE, 2006). Feuilles disposées sur deux rangées, alternes, presque toujours planes, charnues, coriaces, inégalement bilobées, obtuses au sommet ; sublancéolé ou lancéolé, linéaire, oblongues, elliptique, oblancéolé, ovale ou obovales ; souvent un peu contournées en faux (Figure 2). 1- sublancéolé 2- linéaire 3- oblongue 4- elliptique 5- lancéolé 6- oblancéolé 7- ovale 8- obovale Figure 2 : Différentes formes de feuille du genre Aerangis (Source : FANFANI et ROSSI, 1989) Les inflorescences sont en grappe, rarement uniflores, de longueur variée, portant de nombreuses fleurs, disposées alternativement sur deux rangées. Fleurs hermaphrodites, zygomorphes et trimères, fleurs à rachis articulé, pédicellées articulées sur une ramification courte et épaisse du rachis, souvent cachées par la bractée ; de taille variable, de couleur blanche ou teintée jaunâtre ou brunâtre, ou rouge ou vert (PERRIER DE LA BATHIE, 1939 ; FANFANI et ROSSI, 1989 ; JUDD et al., 1999 ; RASOLONJATOVO, 2004 ; ROGER et al., 2004 ; VIVIANE, 2006). Les sépales et les pétales sont libres, similaires, lancéolés et acuminés. Le labelle est entier, peu distinct du sépale, médian, souvent identique aux deux autres pétales. L’éperon à nectar est toujours long et grêle, à orifice étroit, parfumé le soir et la nuit. Les étamines sont au nombre de trois dont deux staminodes et une étamine fertile réduite à son anthère biloculaire. Anthère presque toujours munie en dessous de deux appendices, l’un sur le

17 connectif et l’autre sur le bord antérieur ; et pollinies sessiles sur un stipe unique, fente de déhiscence longitudinale, à operculiforme, parfois cloisonnées en logettes. Colonne courte, peu comprimée vers le haut. Ovaire infère, adhérant, pédicellé. Le fruit est une capsule avec trois ou six fentes de déhiscences paraplacentaires libérant des graines exalbuminées très nombreuses et de taille minuscule. c. Répartition géographique du genre Aerangis Le genre Aerangis (Rchb.f.) possède 21 espèces, réparties à Madagascar (Annexe IV). Douze espèces sont rencontrées dans le Domaine du Centre par exemple Aerangis platyphylla (Schltr.), huit espèces dans le Domaine de l’Est dont trois sont communes au Domaine du Centre : Aerangis citrata (Schktr.), Aerangis stylosa (Schltr.) et Aerangis malmquistiana (Schltr.). Deux espèces sont présentes dans le Domaine de Sambirano : Aerangis concavipetala (H.Perr.) caractéristique du Sambirano et Aerangis modesta (Schltr.) espèce commune au Sambirano et au Domaine du Centre. Trois espèces se rencontrent dans l’Ouest dont une spécifique du Sud Ouest ; Aerangis pulchella (Schltr.). Aerangis ikopana (Schltr) et Aerangis decaryana (H.Prr.) sont cantonnées dans le Sud Ouest (PERRIER DE LA BATHIE, 1939). d. Menaces La disparition des Orchidées est due à plusieurs phénomènes : - elle est surtout causée par la dégradation de l’habitat par suite des catastrophes naturelles et de la déforestation. - les activités anthropiques telles que la collecte abusive et illicite, - la méconnaissance de leur importance, - les maladies et la présence de parasites qui sont souvent observées chez les orchidées. Chez les espèces de Aerangis, toutes ces menaces sont observées. La dégradation de l’habitat et les maladies sont les plus inquiétantes (RAVO, 1996 ; RABE ANDRIANANDRASANA, 2004).

2.1.2 Matériels de laboratoire Des échantillons de tissu (feuille ou racine) de quelques individus de chaque espèce d’orchidée, découpés en segment de 2cm x 2cm, servent de premiers matériels pour les travaux de laboratoire. Ils sont sechés et conservés dans du silicagel. Des matériels biochimiques, des équipements et des produits chimiques ont été aussi utilisés.

18 a. Matériels biochimiques La biologie moléculaire consiste à utiliser les séquences d’ADN au niveau d’un gène comme matériel biochimique ou marqueurs moléculaires. L’Acide Désoxyribonucléique (ADN) est un double brin d’enchaînement des nucléotides (figure 3). Chaque nucléotide est constitué d’un groupement phosphaté (P) appelé acide phosphorique, lié à un sucre désoxyribose (S), lui-même lié à une base azotée. Ces nucléotides sont unis entre eux par une liaison entre une molécule de phosphate avec le carbone C3 du premier sucre du premier nucléotide et au carbone C5 du sucre du nucléotide suivant. Grâce à cet assemblage, une double chaîne d’ADN est connue orientée de l’extrémité 5’ vers l’extrémité 3’ du brin ou dans le sens opposé (3’ vers 5’). Les bases (Figure 4) sont au nombre de 4 : l’Adénine (notée A), la Thymine (notée T), la Guanine (notée G) et la Cytosine (notée C). Ces bases sont complémentaires et liées deux à deux grâce à la liaison hydrogène pour former un couple de paire de base (pb) et pour constituer le double brin d’ADN: l’Adénine s’est associé avec la Thymine et la Guanine avec la Cytosine (WIKIPEDIA, 2006a).

1 2

Ossature sucre-phosphate

Figure 3 : Structure générale de l’ADN (1) Squelette de l’ADN (2) Structure de l’ADN montrant les nucléotides (Source : AKRIM, 2005 ; WIKIPEDIA, 2006a)

19 Adénine Guanine Thymine Cytosine Figure 4 : Formules des bases azotées complémentaires

(Source : AKRIM, 2005 ; WIKIPEDIA, 2006a) Dans les cellules, les ADNs se trouvent sous trois formes : les génomes chloroplastiques localisés dans les chloroplastes, les génomes nucléaires et les génomes mitochondriales (SOLTIS et al., 1992 ; SOLTIS et al., 1998) : - Le génome chloroplastique est circulaire, présentant différents gènes tels que le gène dit « rbcl », responsable de la formation de la grande sous-unité du RUBISCO ; et le gène « matk » qui code un enzyme appelé maturase. - Le génome mitochondriale qui codifie les 5% des protéines trouvés dans les mitochondries. - Le génome nucléaire est formé par des répétitions des régions codantes et non codantes (Figure 5). Le gène 18S est une des régions codantes, responsable de la formation de la sous-unité 18S du ribosome et le gène 26S ; codifie la sous-unité 26S du ribosome. Les régions ITS (Internal Transcribed Spacer ou Espaceur Transcrit Interne), ETS (External Transcribed Spacer ou Espaceur Transcrit Externe) et IGS (InterGenique Spacer Espaceur InterGenique ou) sont des exemples de régions non codantes. Chez les Orchidées, 710 paires de base (pb) de la région ITS sont constantes (LOAYZA et al., 2005).

ETS IGS

5.8S 18S ITS 1 ITS 2 26S

Les ITSs ETS Transcrit

Unité de répétition

Figure 5 : Unité de répétition du génome nucléaire

(Source : SOLTIS et al., 1998)

20 b. Equipements de laboratoire Durant la collecte des tissus végétaux, des lames stérilisées, des sachets ou des tubes plastiques et du silicagel sont utilisés. Les matériels pour assurer à la fois l’extraction, l’amplification et le séquençage de l’ADN sont : - des tubes à microcentrifuge de 1,5ml de couleur transparent (Figure 6), - des centrifugeuses, - des pipettes de différentes tailles de 0,01μl à 1000μl.

Figure 6 : Tube à microcentrifuge de 1,5ml

Pour l’extraction d’ADN, des équipements produits par Qiagen sont utilisés. Ce sont des microtubes de différentes formes et couleurs : - La colonne à filtre spéciale appelée QIA Schredder Mini Spin Column: Qiagen Spin Column de couleur violet, - D’autre colonne à filtre appelée DNeasy Mini Spin Column, de couleur blanche, - Des tubes supplémentaires de 2ml et de couleur blanche. D’autres matériaux sont aussi utilisés : le mortier et le pilon pour transformer le tissu en poudre, une balance de précision à 1mg près pour peser la quantité du tissu utilisé, un agitateur, un bain sec dit thermolyne et un spectrophotomètre pour quantifier la qualité du produit d’extraction. Pour l’amplification de l’ADN ou du gène, on utilise des microtubes sous forme de barrette (Photo 1) ou sous forme de plaque (Photo 2) ainsi que d’autres équipements : un Thermo-cycleur, un four à micro-onde, un bac muni de peignes, un appareil photo numérique, un gel d’agarose de 1,2% avec des puits, un ordinateur et son imprimante.

21 2 1 2 Photo 1 : Microtubes en forme de barrette Photo 2 : Microtubes en plaque

Pour le séquençage des gènes, des équipements comme une microplaque (ou plate) de 96 puits (Photos 3 et 4), un vaccum appelé « speed Vac », un séquenceur automatique de marque ABI 3100 (Applied Biosystems) présenté par la photo 5 et la figure 7, un ordinateur d’électrophorèse et une suite de logiciels : 3100 Data collection software v.1.1 et Sequencing Analysis 3.7 sont utilisés.

(3) (4)

Photo 3 : Vue polaire Photo 4 : Vue profil des tubes pour le séquenceur (Plaque à 96 puits)

Bloc de polymère supérieur Seringue de remplissage

22 Portail

Détection cellulaire

Capillaire

Réservoir d’eau et tampon

Robot 5 passeur d’échantillon Réservoir d’autre tampon Bloc de polymère inférieur

Photo 5 : Vue générale Figure 7 : Représentation schématique de l’intérieur du séquenceur automatique (Sources : AKRIM, 2005; VALLERY et SOMMEREYNS, 2006)

23 c. Produits chimiques Pour l’extraction d’ADN, nous avons eu recours aux produits chimiques fournis par Qiagen. Des solutions tampon AP1, AP2, AP3 et AW, un enzyme RNA déshydrogénase (RNase) de 100mg/ml, de l’Ethanol, solution d’élution dite AE, solution de Tris10 et des cubes de glace. Pour l’amplification des gènes, les ADNs obtenus lors de l’extraction des feuilles, servant de matrice et les amorces sont les premiers éléments essentiels à utiliser pour une réaction d’amplification. Les ADNs amplifiés sont les ADNs de la région ITS du génome nucléaire et le gène matk du génome chloroplastique. Les séquences sont amplifiées par 2 couples d’amorce « sens et anti-sens » qui sont des oligonucléotides de 10 à 25 paires de base, obtenus généralement par synthèse chimique et permettant de définir la séquence cible. Au niveau de la région ITS, les amorces utilisées sont l’amorce ITS5F ou ITS3F couplées avec leur anti-sens 26S25R ; le NY43 avec le NY47 dont leurs séquences sont : ITS5F : 5’-GGGAGGAGAAGTCGTAACAAGG-3’ 26S25R : 5’-TATGCTTAAACTCAGCGGGT-3’ NY 43 : 5’-TATGCTTAAAYTCAGCGGGT-3’ NY 47 : 5’-AACAAGGTTTCCGTAGGTGA-3 ITS3F : 5’-GCATCGATGAAGAACGCAGC-3’ Au niveau de la région MatK, le couple d’amorces utilisé est le suivant : NY163 : 5’-ACTTCCTCTATCCGCTACTCCTT-3’ NY166 : 5’-CGGATAATGTCCAAATACCAAATA-3’ Les autres composants d’une réaction complète sont :

- l’eau purifiée ddH2O, - une solution tampon de Chlorure de Potasium 0.5M KCl,

- une solution de Chlorure de Magnesium MgCl2, - un mélange de désoxyribonucléique Triphosphate synthétique (dNTPs : dATP, dTTP, dGTP et dCTP) en mM, - un enzyme thermostable de synthèse d’ADN appelé Taq Polymerase. Le gel d’agarose (Photo 6) est utilisé pour faire migrer les produits de l’amplification et pour observer les réactions d’amplification. Il est préparé à partir d’une poudre d’agarose et une solution tampon SB. La solution tampon SE, un marqueur de taille de type « Gene Choice DNA Ladder I », de l’eau et une solution de Bromure d’Ethidium (EtB ou BEt) sont aussi utilisés pour visualiser le gel sous la lumière UV. Pour la purification des produits obtenus lors de l’amplification, des produits préparés par Qiagen sont utilisés, comme une solution

24 tampon PB, une solution tampon PE. +

Marqueur de taille

Sens de la migration des produits de l’amplification

Signe de l’amorce

200pb 500pb 1kb Signe de la présence l’ADN

Puit du gel -

Photo 6 : Gel d’Agarose montrant les bandes d’ADNs

Pour le séquençage, la réaction nécessite : - une solution tampon de dilution nommée Big Dye Buffer, - une seule des amorces utilisées lors de l’amplification (ITS5F et 26S25R) et d’autres amorces complémentaires internes qui sont : • ITSANGF : 5’-GGTGTGGAGCGGTGTTG-3’, • ITSANGR : 5’-CGTATCCCATTTCGCTGC-3’, • ITSANGF2 : 5’-ACGGACAACGAGGGGTG-3’, • ITSANGR2 : 5’-CGGGGCTCGTGTTTTTC-3’, - un mélange dite Big Dye Terminator constitué par des Di désoxyribonucléique Triphosphate (ddNTPs : ddATP, ddTTP, ddGTP et ddCTP) marqués par 4 fluorochromes différents : Vert, Rouge, Noir et bleu pour les bases respectivement A, T, G, C ; - une matrice provenant de la purification de produits du PCR. Les autres produits chimiques sont : le gel de sephadex préparé à partir de poudre de Sephadex G50 ; une solution de DI-Foramide (DIF), une solution de Tris Borate EDTA (TBE) et de l’eau distillée.

25 2.2 Méthodologie Dans la concrétisation de cette étude, la méthodologie comporte trois parties : l’étude bibliographique, l’étude écologique des Orchidées de Talatakely Ranomafana et l’étude morphologique et moléculaire des cinq espèces de Aerangis.

2.2.1 Etude bibliographique L’étude bibliographique aide à collecter le maximum d’information sur les travaux antérieurs qui sont utiles pour la réalisation de cette recherche. L’acquisition des données sur les orchidées malgaches a été complétée en consultant des herbiers dans l’herbarium du Parc Botanique et Zoologique de Tsimbazaza (TAN).

2.2.2 Etude écologique des populations d’Orchidées de Talatakely a. Choix et prospection du site d’étude Talatakely a été choisi pour réaliser l’étude sur les Orchidées, grâce à sa richesse en biodiversité. Cette partie du Parc National de Ranomafana est l’une des zones les plus fréquentées par les touristes du fait de son caractère physique proche de la route nationale et biologique très remarquables comme les douze espèces de lémurien (GREENFELL, 1995 ; MAEP, 2003). Elle est considérée comme un laboratoire naturel ouvert pour les chercheurs (ONE, ANGAP, PNUE, 1997). Une prospection a été réalisée afin de se familiariser avec le milieu et de connaître les sites propices pour les inventaires. La localisation de ces sites d’inventaire a été choisie en tenant compte de la topographie, de l’accessibilité, de l’abondance (en nombre et en espèces) et de l’homogénéité de la végétation. b. Inventaire des espèces d’Orchidées dans la forêt du Talatakely L’inventaire des Orchidées permet de connaître la présence, l’abondance et la fréquence des espèces, ainsi que la richesse spécifique du site d’étude. Ainsi, il sert à évaluer la diversité spécifique des Orchidées et à analyser l’état d’une population végétale ou la potentialité du site pour les espèces étudiées et leur écologie. L’inventaire biologique a également pour but de déterminer la présence des espèces endémiques, rares, menacées, ou en danger d’extinction, c’est à dire de vérifier le statut de conservation de chaque espèce à partir du recensement fait pendant les deux descentes sur terrain aux mois de mai et août 2005. Technique d’inventaire La méthode d’inventaire de BRAUN BLANQUET (1964) a été adoptée. Elle s’effectue dans une zone apparemment homogène (du point de vue floristique et

26 physionomique ainsi que des conditions écologiques apparentes). Elle permet de faire une étude quantitative et qualitative des paramètres écologiques et des paramètres floristiques. Elle consiste à : - délimiter des placeaux de 20m x 50m, considérées comme une surface suffisamment représentative pour chaque type de formation végétale, matérialisée par des ficelles et des piquets, et qui sont ensuite subdivisés en placettes de 10m x 10m (Figure 8). Dans cette étude, dix placeaux représentatifs de la formation végétale dans différentes situations topographiques ont été établis. - faire des relevés floristiques des orchidées et de leurs tuteurs pour les épiphytes.

Placette Corde Sens du relevé

20m

10m 50m Figure 8 : Schéma simplifié d’un placeau

Paramètres étudiées Dans chaque placette, les paramètres suivants ont été pris en considération :  Les paramètres physiques : • l’altitude et les coordonnées géographiques enregistrées à l’aide d’un GPS, • l’exposition et l’orientation obtenues à l’aide d’une boussole.  Les paramètres biologiques pour décrire les caractères généraux de chaque plante : • les noms de l’espèce, déterminés sur terrain par le technicien local (orchidophile) travaillant en permanence sur les orchidées, puis vérifiés à l’aide des ouvrages scientifiques tels que la « Flore de Madagascar, 49ème Famille » de PERRIER DE LA BATHIE (1939 et 1941). • l’abondance numérique de chaque espèce horizontalement et verticalement ; par estimation et à l’aide de la jumelle si la plante se trouve dans une hauteur plus de 8m • le stade de développement de chaque individu et le type biologique, • la phénologie (état végétatif, en floraison, en fructification) afin d’élaborer le

27 calendrier phénologique de chaque esèce, • le stade de développement de chaque individu (adulte ou juvenil), • la localisation de la plante par rapport au niveau du sol à l’aide d’un mètre ruban ou par estimation, • le nom vernaculaire et l’état de vie (vivant ou mort) de la plante hôte pour les épiphytes. Les noms scientifiques des plantes hôtes sont déterminés à partir des noms vernaculaires donnés par les guides et en utilisant les ouvrages de PETITJEAN (1992) « Plantes utiles de Madagascar », de BOITEAU « Dictionnaire des noms malgaches des végétaux » (1999), « Flore générique des arbres de Madagascar » de SCHATZ (2001), et d’autres ouvrages qui présentent des études faites à Ranomafana. c. Traitement des données Après les inventaires suivant les trois situations topographiques ; bas versant - mi- versant - haut versant, une analyse floristique a été effectuée. - Richesse floristique Elle indique l’effectif total des espèces présentes sur une surface donnée quelque soit la taille des individus (DAGET, 1979). Dans notre étude, elle représente le nombre d’espèce dans chaque placeau, à chaque situation topographique et dans l’ensemble des placeaux. - Diversité floristique Elle représente la répartition des individus entre les espèces (DAGET, 1979). - Abondance absolue Elle correspond au nombre d’individu (N) par hectare (ha) N Ab = Avec Ab : Abondance absolue Ha N : nombre d’individu - Abondance relative Elle exprime le pourcentage d’une espèce par rapport au nombre total d’individu dans chaque placeau ou dans chaque niveau topographique ou dans l’ensemble du placeau. Elle est calculée à partir de la formule de DAGET (1979) : Ni Ar = x100 Avec Ar : Abondance relative N Ni : nombre d’individu de l’espèce i N : nombre total d’individu Une échelle mixte modifiée de FISCHESSER et DUPUIS-TATE (1996) est utilisée pour déterminer l’abondance ou la rareté d’une espèce :

28 + : espèce rare ou très rare avec un recouvrement très faible ou une abondance relative inférieure ou égale à 0,1% ; 0 : espèce faiblement abondante à recouvrement faible ou à une abondance relative comprise entre 0,1% à 2% ; 1 : espèce assez abondante à recouvrement moyennement faible ou à une abondance relative entre 2% et 5% ; 2 : espèce très abondante recouvrant 1/20 de la surface du relevé ou à une abondance relative entre 5% et 25% ; 3 : espèce fortement abondante avec un nombre quelconque recouvrant 1/4 à 1/2 de la surface ou à une abondance relative de 25% et 50% ; 4 : espèce en nombre quelconque recouvrant 1/2 à 3/4 de la surface ou à une abondance relaive de 50% à 75% ; 5 : espèce en nombre quelconque recouvrant plus de 3/4 de la surface du relevé ou à ue abondance relative plus de 75%. - Densité de la population La densité exprime le nombre d’individu compté N par surface d’inventaire S (GUINOCHET, 1973) : N D = Avec D : Densité de la population S N : nombre d’individu compté S : Surface de relevée - Fréquence relative La fréquence relative (Fr) exprime le pourcentage du nombre de relevé contenant l’espèce par rapport au nombre total de relevés (placeaux) étudiés (GUINOCHET, 1973). Npi Fr = x100 Avec Fr : Fréquence relative de l’espèce i dans le relevée Np Npi : nombre de relevé où l’espèce i est présente Np : nombre total du relevé Le tableau des classes de fréquence de FISCHESSER et DUPUIS-TATE (1996) est utilisé pour déduire l’état de population de chaque espèce : Classe 1 (0 à 20%) : espèce très rare ; Classe 2 (20% à 40%) : espèce rare ; Classe 3 (40% à 60%) : espèce fréquente ; Classe 4 (60% à 80%) : espèce abondante ; Classe 5 (80% à 100%) : espèce constante

29 - Répartition verticale des espèces Les espèces végétales de la forêt tropicale sont généralement distribuées à l’interieur des cinq classes de hauteur à intervalle de 4m (ROLLET, 1979). Or, la stratification est la disposition des éléments d’une communauté végétale en couche superposée (METRO, 1985). Dans cette étude, les individus de chaque espèce sont groupés et répartis dans des intervalles de 3m de hauteur de la végétation en fonction de l’humidité et de l’intensité de lumière : [0m - 3m[, [3m – 6m[, [6m – 9m[, [9m – 12m[, >12m. Cette classe de hauteur est utilisé pour montrer la strate d’appartenance de chaque espèce étudiée. Pour les Orchidées épiphytes, elles peuvent être classées en trois types suivant leurs caractères écologiques ou la position qu’elles occupent dans la végétation (RAUNKIAER, 1906; LEBRUN, 1954) : - Orchidées épiphytes hygrophiles se développant dans une atmosphère constamment humide et à faible luminosité. Elles vivent généralement sur la partie inférieure des plantes hôtes ; - Orchidées mésophiles qui vivent sur la partie moyenne et supérieure des troncs d’arbres ainsi que les plus basses branches de la couronne des grands arbres ; - Orchidées xérophytes qui occupent les branches supérieures des grands arbres ou branches isolées. d. Etude de la régénération

La régénération naturelle est l’ensemble des processus naturels par lesquels les individus se reproduisent dans une formation végétale, par graines ou par multiplication végétative (ROLLET, 1983). Etant donné que la plupart des orchidées poussent en touffe, les semenciers sont constitués par les rejets adultes matures reproductifs, les rejets adultes matures non reproductifs et les rejets adultes immatures portant des feuilles de grande taille et d’une forme bien définie (TREMBLAY, 2002). Les rejets juveniles avec des feuilles plus ou moins arrondies, et les plantules issues des graines sont qualifiés d’individu de régénération. A partir du nombre d’individus de régénération n et du nombre d’individus semenciers N, le taux de régénération Tr est calculé avec la formule de ROLLET (1983) : Nombre.d'individus.régénérés.(n) Tr(%) = x100 Nombre.d'individus.semenciers.(N)

Selon l’échelle de ROTHE (1964), - une espèce est en difficulté de régénération quand le taux (Tr) est inférieur à 100% ; - si TR est compris entre 100 et 1000%, l’espèce présente une bonne régénération, ce

30 qui indique une possibilité de renouvellement de la population ; - si le taux est supérieur à 1000%, l’espèce a une très bonne régénération.

2.2.3 Etudes morphologique et moléculaire des espèces de Aerangis de Talatakely Les caractères de la morphologie externe sont généralement utilisés pour identifier une espèce. Actuellement, l’utilisation de la biologie moléculaire prend de plus en plus d’ampleur dans les études taxonomique. Ces deux méthodes ont été appliquées sur des spécimens d’Orchidées sélectionnées à Talatakely Ranomafana afin de vérifier la complémentarité de ces deux méthodes. a. Choix des espèces à étudier Le choix des espèces à étudier repose sur trois des quatre critères suivants : - espèce la plus rencontrée à Talatakely, - espèce endémique de Madagascar, - espèce rare ou menacée de disparition, - espèce à potentialité horticulturale. b. Etude morphométrique Cette étude consiste à identifier une espèce en analysant les caractéristiques morphologiques de chaque individu à partir de la morphologie des appareils végétatif et reproducteur appelés marqueur phénotypique. Pour cette étude, 25 spécimens frais ou secs appartenant aux espèces à étudier ont été choisis au hasard. Huit paramètres ont été pris en compte : - le stade phénologique (végétatif, en floraison ou en fructification), - le nombre de feuilles, la longueur maximale et la largeur maximale de chaque feuille, - le nombre d’inflorescences, la longueur de chaque inflorescence, le nombre de fleurs par inflorescence et le nombre de fleurs pollinisées si la plante est en état de fructification. Avec les mesures faites sur ces caractères, les valeurs moyennes, maximales et minimales de chaque paramètre ont été notées (Planche photographique n°2, Photo 7). c. Etude de la biologie moléculaire La biologie moléculaire est apparue au XXe siècle, à la suite de l’élaboration des lois de la génétique, la découverte des chromosomes et l’identification de l’ADN (Acide Désoxyribonucléique) comme support chimique de l’information génétique. C’est une discipline scientifique dont l’objet est la compréhension des mécanismes de fonctionnement

31 de la cellule au niveau moléculaire. Elle désigne également l’ensemble des techniques de manipulation d’acides nucléiques appelées aussi techniques de génie génétique. La biologie moléculaire a connu d’importants développements pour devenir un outil incontournable de la biologie moderne des années 1970. Actuellement, elle permet d’améliorer la classification initiale des organismes (WIKIPEDIA, 2006). Dans cette étude, elle est appliquée pour vérifier la détermination des espèces de Aerangis de Talatakely au Parc National de Ranomafana, ainsi que pour mieux évaluer leur diversité. C’est une étude préalable à toute action de conservation. Elle a été réalisée en deux étapes résumées dans la figure 9 : 1- les travaux de terrain dans le Parc National Ranomafana en faisant l’étude écologique, l’étude morphométrique et en collectant les échantillons sous forme de tissus ; 2- les travaux de laboratoire réalisés dans le Centre de Conservation et de Recherche à Omaha’s Henry Doorly Zoo, USA, pour les études moléculaire et se font en cinq étapes.

Etude écologique et TRAVAUX DE morphométrique TERRAIN Collection des échantillons pour l’étude moléculaire

Extraction d’ADN total

Amplification des gènes par PCR

Réaction de séquençage TRAVAUX DE LABORATOIRE Alignement des séquences

Analyse de la matrice

Résultats

Figure 9 : Synthèse du programme de travail pour l’étude de la biologie moléculaire - Collecte des échantillons Elle consiste à prélever un échantillon de tissu de feuille sur quelques individus de chaque espèce cible en utilisant des lames stérilisées. Chaque échantillon a été séché et conservé dans un sachet ou un tube plastique avec du silicagel (Planche photographique n°2, photo 8). Une base de donnée a été crée (Annexe V) et les échantillons ont été classés par espèce puis par genre, en notant les paramètres suivants :

32 - date de collecte, numéro de l’échantillon ; - Caractéristiques de l’habitat de chaque échantillon telle que : la localisation géographique, l’altitude, la description de l’habitat, le type biologique (épiphyte ou terrestre), le nom de la plante hôte ; - Genre et espèces ; phénologie et avec fruits collectés ou non et autres commentaires. - Extraction de l’ADN Les tissus secs de feuille sont transformés en poudre en utilisant un mortier et un pilon, selon le protocole de DOYLE et DOYLE (1987) mais sans utilisation d’azote liquide. Le processus d’extraction se divise en deux parties : l’isolation de l’ADN et le dosage du produit d’extraction obtenu (LEWIS et DOROTHY, 2005). Isolation de l’ADN La méthode dite « QIAGEN DNeasy Mini Plant » est le protocole suivi. Cette méthode consiste à obtenir l’ADN total : génomique, mitochondrial et chloroplastique (QIAGEN, 2004). Elle comprend six étapes successives. ♦ Etape 1 : Lyse des cellules Pour lyser les cellules, 20mg d’échantillon est placé dans un tube à microcentrifuge de 1,5ml en ajoutant 400μl d’une solution tampon AP1 et 4μl de RNase A (100mg/ml). Le mélange est agité vigoureusement et mis dans un thermolyne, un bain sec à 65ºC pendant dix minutes. Il faut que les échantillons soient homogénéisés deux à trois fois par inversion. ♦ Etape 2 : Précipitation des protéines et des polysaccharides Afin de précipiter les protéines et les débris de cellule, 130μl d’une solution tampon AP2 sont versées dans chaque mélange. Le tout est agité et est incubées dans de la glace pendant cinq minutes. Le produit obtenu est centrifugé à 14000rpm pendant cinq minutes. ♦ Etape 3 : Elimination des débris et précipités Pour dégager le reste des débris de cellule, le surnageant est transféré dans une colonne de couleur violet, et centrifugé durant deux minutes à une vitesse de 14000rpm (Planche photographique n°2, photo 9). ♦ Etape 4 : Purification Les ADNs sont ensuite retenus sur la membrane d’une autre colonne de couleur blanche. Le filtrat est transféré dans un tube de 1,5ml. Le volume recueilli est estimé. Pour ajuster le volume à 1,5ml, 650μl de solution tampon AP3 (déjà additionnée d’Ethanol) sont ajoutées au filtrat, puis mélangées à l’aide d’une pipette par aspiration et refoulement. Le mélange est centrifugé pendant une minute à 8000rpm. Le surnageant est rejeté et la colonne

33 blanche avec le reste de l’échantillon est remis dans un nouveau tube supplémentaire de 2ml. ♦ Etape 5 : Lavage Pour laver le produit, 500μl d’une autre solution tampon AW (avec Ethanol) sont ajoutés dans chaque colonne blanche, et centrifugée pendant une minute à 8000rpm. Le liquide obtenu est éliminé. La membrane du filtre de cette colonne est séchée en ajoutant une autre 500μl de la solution AW avec Ethanol et en centrifugeant durant deux minutes dans 14000 rpm. ♦ Etape 6 : Elution ou resuspension ou réhydratation du produit d’extraction La colonne blanche est retirée soigneusement et placée dans un autre tube à microcentrifuge de 1,5ml. 100μl d’une solution tampon AE sont ajoutées dans chaque colonne pour diluer l’ADN. Le mélange ainsi obtenu est incubé à la température ambiante (15ºC à 25ºC) durant cinq minutes puis centrifugé à 8000rpm pendant une minute. L’élution est récupérée dans un tube à microcentrifuge de 1,5ml et une seconde élution est réalisée dans les mêmes conditions que précédement. Dosage et contrôle de la qualité du produit de l’ADN La pureté et la concentration de l’ADN sont les éléments qui qualifient le produit d’extraction obtenu. Pour quantifier ces éléments, une étape intermédiaire entre l’extraction et l’amplification a été effectuée en utilisant un spectrophotomètre. Cette étape consiste à étalonner l’appareil en utilisant 60μl de Tris10, puis en ajoutant 3μl de la solution d’ADN. - Amplification ou réaction de polymérisation en chaîne La réaction de polymérisation en chaîne (PCR) est une méthode qui consiste à amplifier l’ADN afin d’obtenir des copies d’une séquence nucléotidique (AKRIM, 2005 ; WIKIPEDIA, 2006a). Préparation de la réaction de l’amplification ou la réaction du PCR Une réaction de PCR est une solution préparée pour un seul échantillon (Annexe VI). Pour préparer plusieurs réactions d’amplification correspondant au nombre d’échantillon d’ADN, il est indispensable de faire un mélange unique pour le nombre de réaction à amplifier (Figure 10). Ce mélange est placé dans un seul tube de 1,5ml ; Ainsi, au lieu de placer un à un les composants de chaque réaction dans chaque tube de PCR, il suffit de pipeter 24µl du mélange (Figure 10, n°1) auquel on ajoute 1,0µl d’ADN à 50ng/µl (Figure 10, n°2). Pour le calcul du mélange, le volume de chaque composant est multiplié par le nombre de réaction à amplifier et le tout est placé dans un tube de 1,5ml (LEWIS et DOROTHY, 2005).

1 2

(1) Préparation du mélange (2) Ajout de la matrice dans le mélange Figure 10 : Préparation de la composition du PCR (Source : AKRIM, 2005)

Programme PCR Le processus de la réaction de polymérisation en chaîne (PCR) se déroule dans la machine PCR « Thermo-cycleur » à l’intérieur de laquelle la température varie selon le programme établi. Chaque cycle de réaction est composé de trois principales phases (Figure 11) qui sont la dénaturation - l’hybridation ou l’annelage et l’élongation (AKRIM, 2005)  Dénaturation La phase de dénaturation consiste à décrocher les polymérases qui seraient encore liées à une matrice, à homogénéiser le milieu réactionnel et à couper la liaison d’hydrogène faible entre le double brin d’ADN dans une température de 90ºC a 100ºC. Deux simples brins d’ADN sont obtenus et ils servent comme matrice pendant la phase d’hybridation.  Annelage ou l’hybridation Pendant cette phase, deux petites séquences amorces se lient avec la séquence matrice par leurs bases complémentaires dans une orientation 5’ vers 3’ de chaque chaîne. La température utilisée dépend de l’amorce et de la qualité et la quantité de l’échantillon. Elle varie de 48ºC à 60ºC.  Elongation Cette étape consiste à synthétiser les nouvelles chaînes d’ADN complémentaires à la matrice avec une température de 72ºC et toujours de l’extrémité 5’ vers 3’. Elle se déroule en présence du dNTPs, de l’enzyme résistant à la chaleur « Taq polymerase » et son co-facteur

2+ l’ion Mg provenant de la solution du MgCl2. La concentration de ce dernier joue un grand rôle pendant cette phase

Phase de dénaturation

Phase d’hybridation

Phase d’élongation

Figure 11 : Principe des différentes phases de PCR (Source : AKRIM, 2005)

Dans ce protocole, un programme standard avec 34 cycles a été utilisé (Tableau n°1)

Tableau 1 : Programmation du PCR Phases Température Durée -Préchauffage 96ºC Variable* - Dénaturation 96ºC 30 s - hybridation Variable** 45 s Par cycle - Elongation 72ºC 45 s - Elongation finale 72ºC 10 mn 4ºC infinie * La durée du préchauffage ou dénaturation préliminaire (de 4ºC à 94ºC ou à 96ºC) ** La température de la phase d’hybridation dépend de la composition en nucléotide G+C de l’amorce utilisée.

36 Il faut remarquer la présence de la phase « préchauffage ». C’est le synonyme de la dénaturation initiale. Cette étape permet de déshybrider des ADNs double brin, de casser les structures secondaires, d’homogénéiser la réaction par agitation thermique, d’activer les polymérases et de dénaturer d’autres enzymes qui pourraient être dans la solution. Test sur gel Ce test sert à connaître la présence et la taille des séquences d’ADN néosynthétisées par le PCR appelées produits du PCR en utilisant le gel électrophorèse qui est un gel d’Agarose d’une concentration de 1,2%.  Préparation du gel Le gel est préparé 30 minutes avant l’utilisation. La composition est de 0,6mg de poudre d’agarose dans 50ml de solution tampon SB (pour un gel de 10cm x 13,5cm ou Mini gel) ou 1,08mg de poudre d’agarose dans 90ml de solution tampon SB pour un gel de 16cm x 21cm appelé Nouveau gel. Le mélange est chauffé dans un four à micro-ondes afin de dissoudre les particules d’agarose, puis dégazéfié et coulé dans un bac muni de peignes qui deviennent les puits du gel. Lorsque le gel est froid, les peignes sont retirées et les échantillons sont déposés dans chaque puit du gel.  Dépôt des échantillons et migration 5μl du marqueur de taille de type « Gene Choice DNA Ladder I » sont introduits dans le premier puit du gel et 5μl de chaque réaction dans chaque puit suivant. Après, le gel est submergé sous 1mm de solution tampon SE. Le contenu du gel migre du pôle négatif vers le pôle positif avec un haut voltage de 240V- 245V grâce aux propriétés chimiques de l’ADN, pendant 10mn à 15mn où le marqueur de taille se déplace jusqu’à 3cm du puit. Le gel est ensuite observé sous la lumière UV.  Révélation Avant de visualiser le gel sous la lumière UV, il est trempé dans un bain de colorant de Bromure d’Ethidium (EtB ou BEt) pendant 30s à 1mn pour avoir la clarté du gel et pour marquer l’ADN. Il est ensuite rincé dans l’eau pendant 5 à 10mn afin de décolorer le gel. Le bromure d’Ethidium s’intercale entre les bases de l’ADN et les rend visibles sous la lumière UV. Enfin, la photo du gel montrant des bandes d’ADN de couleur blanche est prise avec un appareil photo numérique et transférée vers un ordinateur afin de l’imprimer et de l’utiliser comme support. Purification de la production du PCR Cette étape consiste à éliminer les solutions tampon utilisées lors de l’amplification et le produit obtenu est utilisé comme matrice de la réaction de séquençage (QIAGEN, 2002).

37 Réaction de séquençage Cette réaction est une technique permettant de définir l’ordre linéaire des nucléotides d’une séquence d’ADN. Il s’agit de soumettre le brin d’ADN (la matrice) à une succession de cycles de polymérisation dont le but est de lier des nucléotides marqués avec cette matrice. Programme de la réaction de séquençage Comme le programme du PCR, la réaction est composée de trois principales phases : dénaturation, hybridation et élongation. La différence réside dans la composition de la réaction, la température d’hybridation et la durée de chaque cycle (Annexe VII). Purification du produit de séquençage sur gel de sephadex Cette étape est nécessaire afin d’éliminer les sels provenant des solutions tampon et d’autres résidus. Deux méthodes ont été adoptées : - purification manuelle sur gel de sephadex - purification par la méthode plate en utilisant les microplaques de 96 puits. Pour les deux méthodes, le gel de sephadex est préalablement préparé une journée avant utilisation, tout les matériaux sont rincés trois fois à l’eau distillée afin d’être prêt à l’utilisation pour les prochains usages. Les produits de purification sont stockés à une température moins de 20°C pour être prêt au séquençage dans le séquenceur automatique. Une base de données est créée pour le séquençage et pour les autres opérations. Séquençage proprement dite Les produits de purification sont re-suspendus en ajoutant 10.5μl de DIF (DI- Foramide) dans chaque puit du tube en plaque. Les ADNs sont ensuite dénaturés à une température de 96ºC pendant deux minutes. Puis, ils sont placés dans le séquenceur automatique ABI 3100 avec une solution tampon TBE (Tris Borate EDTA) pour être analysés. Due aux structures fluorescentes de chaque ddNTP modifié, un signal électronique de chaque base est capturé par une caméra lors de son passage dans le faisceau d’un photomètre. Ces signaux sont convertis par la camera et transférés à l’ordinateur à l’aide du logiciel 3100 Data collection software v.1.1. A partir de ce dernier, un éléctrophorégramme a été installé afin d’avoir la matrice de données. Collecte de données Toutes les données provenant du séquenceur sous forme d’éléctrophorégramme sont transférées et conservées dans un ordinateur. Ces données sont traduites et analysées automatiquement par le logiciel « Sequencing Analysis 3.7 » pour l’affichage des séquences

38 lisibles comme dans la figure 12. Par la suite, les séquences sont transférées vers Microsoft Word affichées sous forme Wordpad de bloc note, et seront ainsi prêts à l’analyse proprement dite. Les données sont ensuite vérifiées visuellement à l’aide d’une méthode appelée transversion de parcimonie qui est un code universel pour substituer une base inconnue dans le brin d’ADN : - D → pour indiquer le A, T ou G - H → pour A, T ou C - K → pour G ou T - M → pour les bases purine A ou C - N → pour A, T, C ou G - R → pour A ou G - S → pour C ou G - V → pour A, C ou G - W → pour A ou T - Y → pour les bases pyrimidine C ou T

Figure 12 : Portion d’un éléctrophorégramme de fragment d’ADN marqués d’un échantillon de Aerangis citrata obtenu à partir de l’amorce ITS5F, découpée en ligne Analyse et traitement des données

39 Les matrices de données obtenues lors du séquençage sont alignées par un ordinateur à l’aide des logiciels : « Sequencher 4.5 » ou « Cap3 Sequence Assembly Program » avec l’utilisation du site web (http://www.ncbi.nlm.nih.gov/). (Annexe VIII). Le but de cette étape est de vérifier et de corriger les bases azotées observées le long des séquences générées par les différentes amorces. Elle consiste à lier automatiquement les petites séquences provenant des différentes amorces par leur portion identique et à avoir une séquence unique appelée « contig » (Figure 13). A partir de cette méthode, s’il n’y a pas de séquence complète ou si l’arrangement des bases de quelques séquences provenant de différentes amorces sont tous les mêmes, de nouvelles amplifications de gènes par de nouvelles amorces et de nouveau programme ont été réalisés.

Séquence générée par ITS5F Séquence générée par ITSANGR2 Séquence générée par 26S25R Séquence générée par ITSANGF Séquence générée par ITSANGF2 Séquence générée par ITSANGR Portion de séquence commune à 2 petites Contig séquences générées par 2 amorces différentes Figure 13 : Mécanisme d’alignement de séquence à partir des petites séquences générées par les amorces Les données finales de cette étape sont ensuite comparées avec les séquences de référence qui sont celles de la base de données dans la banque de gène du NCBI (National Center for Biotechnology Information), pour vérifier l’identification de l’espèce étudiée (Annexe IX). Dans cette étape, 13 échantillons de séquence de Aerangis sont alignés et comparés avec celles de la base de données grâce à une recherche de similarité locale BLAST (Basic Local Alignment Search Tool) : - trois échantillons de Aerangis citrata dont leur identification sont RAN#266.05, RAN#267.05 et RAN#383.05, - trois échantillons de Aerangis clavigera (RAN#308.05, RAN#370.05 et RAN#735.05), - trois échantillons de Aerangis fastuosa (RAN#537.05, RAN#538.05 et RAN#732) - trois échantillons de Aerangis macrocentra (RAN#481.05, RAN#482.05 et RAN#484.05),

40 - un échantillon de Aerangis modesta (RAN#546.05). La recherche dans une banque de données est le souvent fait de se reférer à une recherche d’homologie ou de similarité. Elle est mesurée en pourcentage (%) d’identité ou en pourcentage (%) de similarité. Un taux de similarité supérieur ou égal à 25% d’identité d’acide nucléique est considéré comme une preuve d’une homologie. Selon FRIEDRICH et al. (2004), l’echelle de classification de similarité avec les gènes de références du NCBI se répartie en trois catégories : - Identité : 100% des nucléotides sont identiques le long de l’alignement du gène de référence, - Conservation ; 80% ou plus des nucléotides sont identiques au gène de référence, - Similarité : 60% ou plus des nucléotides ont les mêmes propriétés phisico-chimiques avec le gène sur le long de l’alignement.

41 3 RESULTATS ET INTERPRETATIONS Les résultats de ce travail portent sur l’écologie de la population d’orchidée et l’étude comparative des descriptions morphologique et moléculaire des cinq espèces de Aerangis présentes dans le milieu d’étude. 3.1 Ecologie de la population

3.1.1 Sites d’étude Les dix placeaux de BRAUN BLANQUET ont été répartis suivant la topographie et présentés dans la carte n°4 : o Bas versant de 918m à 974m ; o Mi versant de 974m à 1038m ; o et Haut versant d’une altitude supérieure à 1038m. Quatre placeaux sont représentatifs du bas versant, trois placeaux sont localisés sur les mi-versants et trois autres sur les hauts versants. Ils sont caractérisés par sept paramètres qui sont résumés dans le tableau n°2.

Tableau 2 : Caractéristique des sites d’étude Numéro Situation Localisation Surface Position géographique du topographique du de Coordonnée Altitude Orientation placeau Site (*) relevé (ha) géographique (m) I Bas versant F50-F150 0,2 S 21°15’511" 918 E - W E 047°25’260" II Bas versant FF600 (camping) 0,1 S 21°15’626" 933 SW - NE E 047°25’122" III Mi versant F1.000 0,1 S 21°15’807" 974 NW - SE E 047°24’970" IV Haut versant F950 0,1 S 21°15’814" 1341 W - E E 047°24’997" V Mi versant D50-D100 0,1 S 21°15’844" 1018 E - W E 047°25’396" VI Haut versant D250-CAEnd 0,1 S 21°15’951" 1038 S - N E 047°25’385" VII Bas versant FF500-FF550 0,1 S 21°15’694" 950 SW - NE E 047°25’016" VIII Bas versant FF800-FF850 0,1 S 21°15’505" 961 W - E E 047°25’267" IX Mi versant B950 0,1 S 21°15’616" 990 SE - NW E 047°25’295" X Haut versant B1.175 0,1 S 21°15’709" 1200 NNW - SSE E 047°25’277" (*) : Les abréviations dans cette colonne désignent le nom de la piste avec la distance en mètre par rapport à l’entrée du Parc.

42 F50-

FF500-FF550 B 950 FF600

FF800-FF850 B 1 175

D50-D100

F1000 F950 D250-CAEnd

Carte n° : Sites d’étude de la population d’orchidées à Talatakely Ranomafana Bas versant Mi-versant Haut versant Cascade Rivière Ruisseaux Piste touristique

43 3.1.2 Caractéristique biologiques des orchidées du site d’étude a. Richesse floristique En mai et août 2005, pendant l’inventaire écologique, 73 espèces réparties en 18 genres ont été recensées dans les dix placeaux (Planches photographiques n°1 et n°2). Avec les espèces rencontrées lors de la prospection, ce nombre atteint 82 espèces groupées en 23 genres. La liste des espèces recensées à Talatakely est présentée sur le tableau n°3 :

Tableau 3 : Liste des espèces d’Orchidées récensées à Talatakely N° Genre Espèce Auteur N° Genre Espèce Auteur 1 articulata Rchb. 27 Beclardia macrostachya A.Rich.

2 citrata Schltr. 28 Benthamia sp1 3 clavigera H.Perr. 29 Brownleea madagascarica Ridl. Aerangis 4 fastuosa Schltr. 30 Bulbophyllum afzelii Schltr. 5 macrocentra Schltr. 31 anguistifolium 6 modesta Schltr. 32 auriflorum H.Perr. 7 arachnites Lindl. 33 baronii Ridl. 8 caudata Rolfe 34 calyptropus Schltr. 9 gracilis Schltr. 35 compactum Kranzl. 10 grandiflora Lindl. 36 coriophorum Ridl. Aeranthes 11 nidus Schltr. 37 longiflorum Th. 12 perrieri Schltr. 38 pachypus Schltr. 13 ramosa Rolfe 39 nitens Jum. et Perr.

14 sp1 40 occlusum Ridl.

44 15 calceolus Th. 41 occultum Th. 16 compactum Schltr. 42 protectum H.Perr. 17 danguyanum H.Perr. 43 rauhii Toill.

18 elephantinum Schltr. 44 sp.1 (à fleur blanche)

19 falcifolium 45 sp2 (à fleur jaune) 20 germynianum Hook. 46 sp Angraecum 3 21 madagascariense Schltr. 47 madagascariensis Rolfe Calanthe 22 mauritianum Frappier 48 Sp1 23 obessum H.Perr. 49 Cheirostylis gymnochiloides Rchb.f.

24 scottianum Rchb.f. 50 Cryptopus sp1 25 viguieri Schltr. 51 boinana Schltr. Cynorkis 26 sp1 52 purpurasens

Tableau 3 : Liste des espèces d’Orchidées récensées à Talatakely (Suite) N° Genre Espèce Auteur N° Genre Espèce Auteur 53 ridleyi Dur. et 68 gilpinae Summerh Microcoeli 54 Schinz. macrantha Summerh a 55 villosa Rolfe 69 Cynorkis 56 sp1 (dite : 70 Neobathiea perrieri Schltr. butter fly) sp2 71 Oberonia disticha Schltr. 57 Eulophia sp1 72 Oeonia rosea Ridl. 58 confusa Schltr. 73 Oeoniella polystachys (Thouars) Schltr. 59 gladiator Schltr. 74 Phaius sp Jumellea 1 60 intricata H.Perr. 75 Polystachy cultriformis (Thou.) Spreng. 61 major Schltr. 76 a mauritiana Sprengel

45 62 culicifera (Rchb.f.) 77 rhodochila Schltr. 63 H.Perr. Lemurell 64 papillosa Bosser 78 rosea Ridley a virescens H.Perr. 79 sp1 var cultriformis (fleur violette) 65 poncticulat Ridl. 80 Satyrium perrieri Schltr. 66 a 67 sp (petite 81 Inconnu 1 Liparis 1 taille) sp2 (à fleur 82 Inconnu 2 (terrestre, avec fruit violette) mais sans feuille)

Bulbophyllum est le genre le plus représenté avec 17 espèces, suivis des genres Angraecum et Aeranthes, avec des nombres respectifs de 12 et 8 espèces. Le genre Aerangis est représenté par 6 espèces. Cynorkis et Polystachyae comprend chacun 5 espèces et Jumellea 4 espèces. Par contre, Beclardia, Cheirostylis, Neobathea, Oberonia, Oeonia et Oeoniella sont les moins représentés avec une seule espèce chacun. Deux espèces inconnues étaient présentes. Ces espèces sont très difficiles à déterminer car souvent elles sont localisées dans la strate la plus haute de la végétation ou bien aucun élément comme des feuilles permettant leur identification n’existe. Les autres espèces non identifiées sont probablement des espèces nouvelles.

b. Etat phénologique La phénologie est l’étude de l’effet des phénomènes saisonnières et périodiques sur la croissance et le developpement d’un organisme animale ou végétale. Elle rend compte du stade phénologique de la plante à une période précise : (stade végétatif, stade de floraison et stade de

46 fructification). Avec les observations directes, les études des populations (Annexe X) et les données bibliographiques, les données obtenues permettent d’établir le calendrier phénologique des espèces représenté dans les tableaux n°4 et n°5, et la figure 14. D’après le tableau n°4, les périodes des trois stades phénologiques des espèces suivantes sont distinctes : Aerangis articulata, Aerangis modesta, Aeranthes caudata, Aeranthes gracilis, Angraecum madagascariense, Angraecum mauritianum, Angraecum scottianum, Angraecum viguieri, Bulbophyllum afzelii, Bulbophyllum auriflorum, Bulbophyllum coriophorum, Bulbophyllum occlusum, Bulbophyllum protectum, Cheirostylis gymnochiloides, Cynorkis villosa, Jumellea gladiator, Jumellea intricata, Jumellea major, Microcoelia macrantha, Oeoniella polystachys et Satyrium perrieri. Parmi les espèces citées auparavant : - Aerangis articulata est à l’état végétatif en septembre, en fleur pendant 4 mois, d’octobre à janvier, et en fruit de février au mois d’août ; - Angraecum scottianum et Oeoniella polystachys sont toutes à l’état végétatif de juillet et août, en fleur pendant 9 mois, de septembre au mai et en fruit juin. Par contre, chez certaines espèces, ces trois stades synchronent en une période de l’année c'est-à-dire que pour une seule espèce, quelques individus matures sont à l’état végétatif alors que certains individus sont en fleurs ou en fruits. C’est le cas de Aerangis citrata Schltr. dont le stade végétatif, le stade de floraison et le stade de fructification se chevauchent pendant les mois de septembre et octobre, c’est aussi le cas de Cynorkis ridleyi Dur. et Schinz. en janvier et février.

Tableau 4 : Calendrier phénologique de quelques espèces d’Orchidées de Talatakely Ranomafana Especes Janvier Février Mars Avril Mai Juin Juillet Août Septembre Octobre Novembre Décembre Aerangis articulata Rchb. Aerangis citrata Schltr. Aerangis clavigera H.Perr. Aerangis fastuosa Schltr. Aerangis macrocentra Schltr. Aerangis modesta Schltr.

47 Aeranthes caudata Rolfe Aeranthes gracilis Schltr. Aeranthes grandiflora Lindl. Aeranthes ramosa Rolfe Angraecum calceolus Th. Angraecum compactum Schltr. Angraecum elephantinum Schltr. Angraecum madagascariense Schltr. Angraecum mauritianum Frappier Angraecum scottianum Rchb.f. Angraecum viguieri Schltr. Bulbophyllum afzelii Schltr. Bulbophyllum auriflorum H.Perr. Bulbophyllum baronii Ridl. Bulbophyllum compactum Kranzl.

Végétatif En Fleur En Fruit Présence d’individus Végétatif et Présence d’individus en Fleur et Présence d’individus Végétatif et Présence d’individus à l’état Végétatif et d’autres individus en Fleur d’autres individus en Fruit d’autres individus en Fruits d’autres individus en Fleur et certains en Fruit Tableau 4 (Suite) : Calendrier phénologique de quelques espèces d’Orchidées de Talatakely Ranomafana Especes Janvier Février Mars Avril Mai Juin Juillet Août Septembre Octobre Novembre Décembre Bulbophyllum coriophorum Ridl. Bulbophyllum nitens Jum. et Perr. Bulbophyllum occlusum Ridl. Bulbophyllum occultum Th. Bulbophyllum protectum H.Perr. Calanthe madagascariensis Rolfe Cheirostylis gymnochiloides Rchb.f.

48 Cynorkis ridleyi Dur. et Schinz. Cynorkis villosa Rolfe Jumellea confusa Schltr. Jumellea gladiator Schltr. Jumellea intricata H.Perr. Jumellea major Schltr. Lemurella virescens H.Perr. Microcoelia gilpinae Summerh Microcoelia macrantha Summerh Oberonia disticha Schltr. Oeonia rosea Ridl. Oeoniella polystachys (Thouars) Schltr. Polystachya cultriformis (Thou.) Spreng. Satyrium perrieri Schltr.

Végétatif En Fleur En Fruit Présence d’individus Végétatif et Présence d’individus en Fleur et Présence d’individus Végétatif et Présence d’individus à l’état Végétatif et d’autres individus en Fleur d’autres individus en Fruit d’autres individus en Fruits d’autres individus en Fleur et certains en Fruit Le tableau n°5 et la figure 14 suivants résument le calendrier phénologiques des Orchidées de Talatakely en indiquant la variation du nombre d’espèces en fleur et en fruit dans une année.

Tableau 5 : Variation du nombre (N) d’espèces en fleur et en fruit en une année Janvier Février Mars Avril Mai Juin Juillet Août Sept Octobre Nov Dec Mois N % N % N % N % N % N % N % N % N % N % N % N % Veg 20 48 17 40 14 33 14 33 10 24 9 21 10 24 12 29 17 40 16 38 16 38 21 50 Fl 24 57 25 60 20 48 17 40 17 40 12 29 12 29 8 19 14 33 15 36 19 45 19 45 Fr 9 21 12 29 16 38 20 48 22 52 26 62 26 62 26 62 20 48 20 48 18 43 15 36

Veg : végétatif Fl : En fleur Fr : En fruit

49 Nom bre d'espèces 30

5 M ois 0 s l i t r er r i a n t e e e e ie i a vr i le ou r r r r v r M u il b b b b n v M A J u A m to m m a J e c e e J Fe t O v c ep o e S N D Vegetatif En Fleur En Fruit

Figure 14 : Calendrier phénologique général des Orchidées recensées

Pendant la saison des pluies, 40 à 60% des espèces fleurissent, de novembre à mai. Pourtant, celles qui fleurissent en hiver, de juin à août, ne sont pas négligeables comme Aerangis macrocentra, Angraecum elephantinum, Angraecum madagascariense, Bulbophyllum afzelii, Cheirostylis gymnochiloides, Cynorkis villosa, Microcoelia gilpinae et Satyrium perrieri. La floraison dure généralement deux à quatre mois, selon les espèces. La fructification commence généralement en mai et se termine en novembre, elle peut être synchrone avec la floraison c'est-à-dire que la plante est à la fois en fleur et en fruit. C’est le cas de Aerangis clavigera et de Bulbophyllum baronii d’avril à mai, de Aerangis fastuosa et de

50 Cynorkis ridleyi de novembre à décembre, Aerangis macrocentra en juillet, de Aeranthes ramosa et de Angraecum calceolus en février et de Microcoelia gilpinae du mois d’octobre à mars. La maturation des fruits est très lente et peut durer jusqu’à 8 ou 9 mois comme chez Angraecum mauritianum (8 mois) et Bulbophyllum occultum (9 mois). c. Affinité biogéographique des espèces inventoriées D’après nos recherches bibliographiques, la distribution de quelques espèces dans le monde est connue. La figure 15 et le tableau n°6 ci-dessous présentent le nombre d’espèces d’Orchidées observées à Talatakely Ranomafana, suivant leur origine. Parmi les 82 espèces recensées, l’origine des 49 espèces a été précisée : 23 espèces comme Aerangis citrata, Aerangis fastuosa, Aeranthes ramosa, Angraecum madagascariense et Calanthe madagascariensis, soit 46,94% sont endémiques à Madagascar, 22 espèces (44,9%) sont d’origine Mascareignes comme Angraecum mauritianum, Bulbophyllum occultum et Oeonia rosea, 2 espèces ou 4,08% viennent des Iles Comores telle que Angraecum scottianum et Jumellea gladiator. Angraecum calceolus présente une affinité africaine et Oberonia disticha est pantropicale. L’origine des 24 espèces restantes est inconnue.

Tableau 6 : Distribution géographique de quelques espèces inventoriées

Région Madagascar Comores Mascareignes Afrique Pays Tropicaux Totale Nombre d’espèce 23 2 22 1 1 49 Fréquences des espèces 46,94 4,08 44,9 2,04 2,04

2,04 2,04 Madagascar

46,94 Comores 44,9 Mascareignes Afrique Pays Tropicaux 4,08

Figure 15 : Affinité biogéographique des espèces d’Orchidées inventoriées de Talatakely Ranomafana

d. Spectre biologique Selon le spectre biologique de RAUNKIAER (1906), trois formes sont rencontrées chez les Orchidées de Talatakely Ranomafana (Tableau n°7 et Figure 16). Les épiphytes sont les plus abondantes (81,29%) ; les géophytes ou les Orchidées terrestres (17,50%) et les lianes sont rares 1,21%.

Tableau 7 : Spectre biologique des Orchidées recensées

Spectre biologique Epiphyte Géophyte Liane Total Nombre d’individus 8557 1842 127 10526 Pourcentage de chaque forme biologique (%) 81,29 17,50 1,21

52 1,21 17,5 Epiphyte

Géophyte

Liane

81,29

Figure 16 : Spectre biologique des espèces d’Orchidées inventoriées de Talatakely Ranomafana

La majorité des orchidées recensées (81,29%) sont des épiphytes, 17,50% sont des géophytes ou terrestres. Ces dernières comprennent

11 espèces : Beclardia macrostachya, Calanthe madagascariensis, Calanthe sp., Cheirostylis gymnochiloides, Cynorkis sp1, Cynorkis sp2, Liparis poncticulata, Satyrium perrieri, l’inconnu 2 et quelques individus de Liparis et Polystachyae. Les lianes (1,21%) sont représentées par Neobathiea perrieri, Oeonia rosea et Oeoniella polystachys. Le climat humide et le type de végétation de cette région jouent des rôles très importants sur l’installation de ces espèces dont la plupart (81,29%) sont des épiphytes qui selon leur position sur leurs plantes hôtes sont soit : - des hygrophiles stricts (17% des épiphytes), situées dans les parties inférieures des tuteurs, à savoir Aerangis citrata, Aerangis clavigera,

Aerangis fastuosa, Aerangis macrocentra, Aerangis modesta, Cynorkis boinana, Cynorkis ridleyi, Cynorkis villosa, Cynorkis sp1, Cynorkis

sp2, Lemurella culicifera, Lemurella papillosa, Lemurella virescens et Liparis sp1 ;

53 - à la fois des hygrophiles et mésophiles (8,55%) comme Aeranthes arachnites, Aeranthes caudata, Aeranthes gracilis, Aeranthes grandiflora,

Aeranthes nidus, Aeranthes perrieri, Aeranthes ramosa, Aeranthes sp1, Jumellea confusa, Jumellea gladiator, Jumellea intricata, Jumellea

major, Polystachya cultriformis, Polystachya mauritiana, Polystachya rhodochila, Polystachya rosea et Polystachya sp1 ; - à la fois des hygrophiles, mésophiles et xérophytes (74,45%) tels que les espèces des genres Angraecum, Bulbophyllum et les deux espèces de Microcoelia. e. Plante hôte des épiphytes Les Orchidées épiphytes utilisent 55 espèces d’arbres comme plante hôte (Annexes XI et XII). Parmi ces plantes, 13 arbres sont les plus utilisés par les orchidées : - Ambora – Tambourissa perrieri Drake (MONOMIACEAE) ; - Kimba – Symphonia clusoides Baker (CLUSIACEAE) ; - Lalona – Weinmannia rhodoxylon Tulasne (CUNONIACEAE) ; - Maka – Weinmannia bojeriana Tulasne (CUNONIACEAE) ; - Merana – Brachylaena merana (Baker) Humbert (ASTERACEAE) ; - Rotra – Eugenia bernieri Ex Drake (MYRTACEAE); - Sandramy – Protorhus sericea Engler (ANACARDIACEAE) ; - Tavolo – Cryptocarya sp. (LAURACEAE) ; - Varongy – Ocotea longipes Kostermans (LAURACEAE) ; - Voanananala – Chassalia ternifolia Brem. (RUBIACEAE) ; - Voararano – Ficus polyphlebia Baker. (MORACEAE) ; - Les lianes non identifiées et les arbres morts. Sur chaque plante hôte, une ou plusieurs espèces d’orchidées vivent ensemble. En outre, une espèce peut utiliser plusieurs types de plantes comme hôte. A titre d’exemple, 12 espèces d’orchidées ont été observées sur Chassalia ternifolia. L’orchidée Aerangis citrata, l’une des

54 espèces sur cet arbre se rencontre aussi sur 15 autres plantes tels que Tambourissa perrieri, Symphonia clusoides, Weinmannia bojeriana, Eugenia bernieri, Ocotea longipes, Ficus polyphlebia, les lianes et les arbres morts. Le tableau n°8 et la figure 17 suivants montrent les variations du nombre d’individu

55 et d’espèce d’orchidée sur chaque plante hôte.

Tableau 8 : Nombre et pourcentage d’Orchidées sur les plantes hôtes les plus utilisés Noms de la plante hôte Nombre d’espèces (%) Nombre (%) d’Orchidées sur les 73 d’individus espèces inventoriées d’Orchidées Eugenia bernieri Ex Drake 37 46,84 386 10,33 Weinmannia bojeriana Tulasne 28 35,44 375 10,03 Ficus polyphlebia Baker 28 35,44 741 19,83 Arbres morts 28 35,44 194 5,19 Tambourissa perrieri Drake 27 34,18 272 7,28 Ocotea longipes Kostermans 17 21,51 99 2,65 Liane 15 18,99 272 7,28 Cryptocarya sp. 14 17,72 92 2,46 Symphonia clusoides Baker 13 16,46 267 7,14 Chassalia ternifolia Brem 13 16,46 111 2,97 Weinmannia rhodoxylon Tulasne 9 11,39 102 2,73 Brachylaena merana (Baker) Humbert 6 7,5 126 3,37 Protorhus sericea Engler 7 8,86 91 2,44

1- Tambourissa perrieri Drake 2- Symphonia clusoides Baker Nobre d'espèces 3- Weinmannia rhodoxylon Tulasne d'orchidées 4- Weinmannia bojeriana Tulasne 40 37 5- Brachylaena merana (Baker) Humbert 35 28 6- Eugenia bernieri Ex Drake 30 27 28 28 25 7- Protorhus sericea Engler 20 17 8- Cryptocarya sp. 14 15 15 13 13 9 9- Ocotea longipes Kostermans 10 6 7 5 10- Chassalia ternifolia Brem 0 11- Ficus polyphleiba Baker 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 Espèce 12- Lianes 13- Arbres morts

Figure 17 : Histogramme des espèces d’Orchidées sur les plantes hôtes les plus utilisés

D’après ces résultats, Eugenia bernieri (Rotra) est la plante considérée comme la plante hôte préférée par les Orchidées (37 espèces) soit 46,84% des espèces vivent sur cet arbre. Les arbres morts, Weinmannia bojeriana (Maka) et Ficus polyphlebia (Voararano), et enfin Tambourissa perrieri (Ambora) sont les autres tuteurs avec un nombre d’espèce inventoriée respectivement de 28 ; 28 et 27 espèces (35,44% des espèces inventoriées ; 35,44% et 34,18% d’espèces d’orchidée). Le tableau n°8 montre autrement que les Orchidées préfèrent se développer sur Ficus polyphlebia (Voararano) avec un pourcentage de 19,83% d’individu, sur Eugenia bernieri (Rotra) avec un taux de 10,33%. Symphonia clusoides (Kimba) forme aussi de véritable tuteur d’Orchidée avec un taux de 7,14%. L’abondance et/ou la dominance de ces arbres dans la forêt et le climat qui règne dans ce parc favorisent le développement de ces plantes.

3.1.3 Répartition de la population d’Orchidées de Talatakely en fonction des facteurs écologiques a. Topographique et microclimat Les Orchidées se répartissent en fonction de la situation topographique (Annexe XIII). Sur les 73 espèces inventoriées, 54 sont trouvées dans les bas versants, 49 dans les mi- versants et 44 sur les hauts versants. Parmis ces espèces, 14 sur 73 sont rencontrées uniquement dans les bas versants, 8 dans les mi-versants et 4 dans les hauts versants (Tableau n°9). Les bas versants sont les zones les plus diversifiées en espèces d’Orchidées à Talatakely. Elles ont un microclimat chaud à forte humidité et de faible intensité lumineuse. En tenant compte le nombre d’individus, 3637 ont été recensés dans les bas versants, 4286 individus sur les mi-versants et 2862 sur les hauts versants. Les orchidées sont très abondantes en nombre d’individus dans le mi-versant (Annexe XI). La température et l’intensité lumineuse ni trop faible, ni très élevé sont des caractéristiques de cette zone. Par contre, le microclimat froid, de faible humidité et de forte intensité lumineuse est caracteristique du haut versant. Seules les espèes héliophiles et les plantes de crête telles que Angraecum scottianum, Beclardia macrostachya, Calanthe sp. et Jumellea major peuvent s’implanter. Tableau 9 : Liste des espèces d’Orchidées observées dans les trois niveaux topographiques Spécifique Espèce ommune au B-M Espèce ommune au B-H Espèce ommune au M-H Espèce ommune au B-M-H Bas versant Angraecum elephantinum Aerangis citrata Angraecum falcifolium Aerangis clavigera Bulbophyllum calyptropus Aerangis fastuosa Bulbophyllum compactum Aerangis modesta Bulbophyllum protectum Aerangis macrocentra Aeranthes grandiflora

Bulbophyllum sp2 Aeranthes gracilis Aeranthes perrieri Calanthe Cynorkis boinana Angraecum compactum madagasacariensis Angraecm calceolus Cynorkis ridleyi Angraecum Cynorkis villosa Polystachya sp. madagascariense

Cynorkis sp1 Satyrium perrieri Angraecum mauritianum Cynorkis sp2 Liparis sp1 Angraecum sp. Liparis sp2 Bulbophyllum afzelii Microcoelia macrantha Microcoelia guilpinae Bulophyllum anguistifolium Polystachya rhodochila Aeranthes arachnites Bulbophyllum auriflorum Inconnu 1 Aeranthes caudata Bulbophyllum baronii Mi-versant Aeranthes ramosa Neobathiea perrieri Aeranthes nidus Bulbophyllum nitens Angraecum danguyanum Aeranthes sp. Bulbophyllum occlusum Angraecum germynianum Angraecum obessum Bulbophyllum occultum Angraecum viguieri Bulbophyllm coriophorum Bulbophyllum sp1 Bulbophyllum rauhii Oeoniella polystachys Bulbophyllum sp2 Lemurealla papillosa Cheirostylis gymnochiloides Polystachya rosea Jumellea confusa Inconnu 2 Jumellea gladiator Haut versant Angraecum scottianum Jumellea intricata Beclardia macrostahya Aerangis macrocentra Lemurella culicifera Calanthe sp. Aeranthes gracilis Lemurella virescens Jumellea major Cynorkis boinana Liparis poncticlata Cynorkis ridleyi Oberonia disticha Polystachya sp. Oeonia rosea Satyrium perrieri Polystachya cultriformis Polystachya mauritiana B : bas versant M : mi versant H : haut versant b. Abondance numérique L’abondance numérique montre à la fois l’abondance absolue et l’abondance relative des orchidées dans les sites de relevé. Le nombre d’individu recensé dans 1,1 ha est en moyenne supérieur à 10000 (Annexe XIII). Bulbophyllum afzelii est l’espèce la plus abondante en nombre d’individu à Talatakely Ranomafana avec un nombre supérieur à 3000 individus par hectare suivie par Bulbophyllum sp1 et Liparis poncticulata avec des nombres respectifs de 1301 et 930 individus.

Considerant l’abondance relative (Ar), Bulbophyllum afzelii (Ar=30,84%) est encore l’espèce fortement abondante. Bulbophyllum sp1 (Ar=12,06%) et Liparis poncticulata (Ar=8,62%) sont considérées très abondantes ; et Aerangis citrata (Ar=4,71%), Angraecum madagascariense (Ar=2,61%), Bulbophyllum baroni (Ar=3,51%), Cheirostylis gymnochiloides (Ar=3,70%) et Liparis caespitosa (Ar=2,60%) sont des espèces assez abondantes. Outre les conditions écologiques, l’abondance des espèces peut être liée à leurs caractères morphologiques. A titre d’exemple, l’abondance de deux espèces de Bulbophyllum afzelii et Liparis poncticulata peut être expliquée par leur petite taille de 2cm au maximum. D’où, leur aptitude à coloniser des petites surfaces avec un nombre d’individus très élevé. 20 espèces sont considérées rares à Talatakely, elles comptent au maximum 10 individus dans la totalité des sites d’étude. Elles ont une abondance relative inférieure ou égale à 0,1%. Ces espèces sont : Aeranthes arachnites, Aeranthes ramosa, Angraecum elephantinum, Angraecum falcifolium, Angraecum scottianum, Angraecum viguieri, Angraecum sp., Beclardia macrostachya, Bulbophyllum compactum,

Calanthe madagascariensis, Cynorkis sp1, Cynorkis sp2, Jumellea gladiator, Jumellea major, Lemurella papillosa, Microcoelia gilpinae, Microcoelia macrantha, Polystachyae rosea et l’espèce inconnue qui ne possède qu’un fruit. c. Fréquence Le tableau n°10 présente la fréquence relative de chaque espèce d’orchidées dans tous les sites d’étude à Talatakely. Angraecum madagascariense et Jumellea confusa ont une répartition constante à Talatakely Ranomafana avec une fréquence relative de 90%. 17 espèces ont une fréquence entre 60 et 80%. Ce sont des espèces rencontrées fréquement dans ce milieu. Par contre, 18 espèces sont rares, elles ne sont trouvées que dans deux sites et 19 espèces sont très rares dans les sites d’études car chacune de ces dernières ne sont observées que dans l’un de chaque placeau. Elles ont des exigences écologiques particulières. Par exemple, les espèces du genre Jumellea observé dans cet inventaire ne se rencontrent qu’à haute altitude allant jusqu’à 2 000 m. Ils sont considérés comme des plantes de crête également.

Tableau 10 : Fréquence relative des espèces d’Orchidée dans les sites d’étude en fonction de la topographie Fr (%) Noms des espèces d’orchidées 90 Angraecum madagascariense Schltr., Jumellea confusa Schltr. 80 Aerangis citrata Schltr., Aerangis clavigera H.Perr., Aerangis modesta Schltr., Bulbophyllum occultum Th., Bulbophyllum sp1, Lemurella culicifera (Rchb.f.) H.Perr., Liparis poncticulata Ridl. 70 Aeranthes grandiflora Lindl., Angraecum danguyanum H.Perr., Bulbophyllum auriflorum H.Perr., Bulbophyllum occlusum Ridl., Jumellea intricata H.Perr., Polysrachya mauritiana Sprengel. 60 Aeranthes perrieri Schltr., Bulbophyllum afzelii Schltr., Bulbophyllum nitens Jum. Et Perr., Cheirostylis gymnochiloides Rchb.f., Oberonia disticha Schltr., Polystachya cultriformis (Thou.) Spreng. 50 Aerangis fastuosa Schltr., Angraecum mauritianum Frappier, Bulbophyllum anguistifolium Lindl., Bulbophyllum baronii Ridl., Oeonia rosea Ridl. 40 Aeranthes nidus Schltr., Angraecum compactum Schltr., Jumellea gladiator Schltr. Lemurella viescens H.Perr., Polystachya sp. var cultriformis 30 Aerangis macrocentra Schltr., Angraecum calceolus Th., Bulbophyllum protectum H.Perr., Bulbophyllum sp3, Microcoelia gilpinae Summerh 20 Aeranthes arachnites Lindl., Aeranthes caudata Rolfe, Aeranthes ramosa Rolfe Angraecum obessum H.Perr., Bulbophyllum compactum Kranzl., Bulbophyllum coriophorum Ridl., Bulbophyllum sp2, Cynorkis boinana Schltr., Cynorkis ridleyi Dur. et Schinz, Cynorkis villosa Rolfe, Jumellea major Schltr., Liparis sp1., Microcoelia macrantha Summerh, Neobathiea perrieri Scltr., Oeoniella polystachys (Thouars) Schltr., Polystachya rhodochila Schltr., Satyrium perrieri Schltr., Inconnu 1

10 Aeranthes gracilis Schltr., Aeranthes sp.1, Angraecum elephantinum Schltr., Angraecum falcifolium, Angraecum germynianum Hook., Angraecum scottianum Rchb.f., Angraecum viguieri Schltr., Angraecum sp., Beclardia macrostachya A.Rich., Bulbophyllum calyptropus Schltr., Bulbophyllum rauhii Toill., Calanthe madagascariensis Rolfe, Calanthe sp., Cynorkis sp1, Cynorkis sp2, Lemurella papillosa Bosser, Liparis sp2, Polystachya rosea Ridley, Inconnu 2

d. Densité des populations d’Orchidées Les populations d’orchidées de Talatakely Ranomafana ont une densité moyenne de 9,8 individus par mètre carré ou 9804,5 individus par hectare. Cette valeur peut varier selon l’espèce (Annexe XIV). , Bulbophyllum afzelii est l’espèce la plus dense avec plus de 5000 individus par hectare. Bulbophyllum rauhi, Aeranthes gracilis et les trois espèces de Liparis ont chacune une densité entre 1000 à 2000 individus par hectare. Les populations d’espèces moins denses (10ind/ha) sont celles de Aeranthes arachnites, Beclardia macrostachya, Calanthe madagascariensis et Cynorkis sp1. e. Répartition verticale La végétation de Ranomafana comprend quatre strates de 4m d’intervalles. Les Orchidées recensées se fixent sur les troncs d’arbre et en fonction du degré d’humidité, de l’intensité de lumière, elles se répartissent dans 6 classes d’intervalles de 3m de hauteur : ]0m - 1m], ]1m - 3m], ]3m - 6m], ]6m - 9m], ]9m - 12m] et supérieure à 12m (Annexe XV). Le tableau n°11 montre la liste des espèces rencontrées dans chaque intervalle de hauteur.

Tableau 11 : Liste des espèces d’Orchidées par classe de hauteur Echelle (m) Noms des espèces d’orchidées > 12m Angraecum danguyanum H.Perr., Bulbophyllum baronii Ridl., Bulbophyllum coriophorum Ridl. ]9m – 12m] Aerangis citrata Schltr., Aerangis fastuosa Schltr., Aerangis modesta Schltr., Aeranthes gracilis Schltr., Angraecum compactum Schltr., Angraecum madagascariense Schltr., Bulbophyllum baronii Ridl., Bulbophyllum coriophorum Ridl., Bulbophyllum sp1, Jumellea confusa Schltr., Jumellea intricata H.Perr. ]6m – 9m] Aerangis fastuosa Schltr., Aeranthes grandiflora Lindl., Angraecum calceolus Th., Angraecum danguyanum H.Perr., Angraecum germynianum Hook., Angraecum madagascariense Schltr., Angraecum obessum H.Perr., Bulbophyllum anguistifolium Lindl., Bulbophyllum auriflorum H.Perr., Bulbophyllum baronii Ridl., Bulbophyllum coriophorum Ridl., Bulbophyllum longiflorum Th., Bulbophyllum nitens Jum. Et Perr., Bulbophyllum occlusum Ridl., Bulbophyllum occultum Th., Bulbophyllum rauhii Toill., Bulbophyllum rauhii Toill., Bulbophyllum sp1, Bulbophyllum sp3, Cynorkis villosa Rolfe, Jumellea confusa Schltr., Jumellea intricata H.Perr., Lemurella papillosa Bosser, Polystachya rhodochila Schltr., Polystachya rosea Ridley ]3m – 6m] Aerangis citrata Schltr., Aerangis clavigera H.Perr., Aerangis fastuosa Schltr., Aerangis modesta Schltr., Aeranthes gracilis Schltr., Aeranthes nidus Schltr., Aeranthes perrieri Schltr., Angraecum danguyanum H.Perr., Angraecum elephantinum Schltr., Angraecum falcifolium, Angraecum madagascariense Schltr., Angraecum obessum H.Perr., Angraecum scottianum Rchb.f., Angraecum viguieri Schltr., Bulbophyllum afzelii Schltr., Bulbophyllum anguistifolium Lindl., Bulbophyllum auriflorum H.Perr., Bulbophyllum baronii Ridl., Bulbophyllum coriophorum Ridl., Bulbophyllum nitens Jum. Et Perr., Bulbophyllum occlusum Ridl., Bulbophyllum occultum Th., Bulbophyllum pachypus Schltr., Bulbophyllum rauhii Toill., Bulbophyllum sp1, Bulbophyllum sp2, Cryptopus sp., Cynorkis villosa Rolfe, Eulophia sp., Jumellea confusa Schltr., Jumellea gladiator Schltr., Jumellea intricata H.Perr., Jumellea major Schltr., Lemurella culicifera (Rchb.f.) H.Perr., Lemurella viescens H.Perr., Neobathiea perrieri Scltr., Oberonia disticha Schltr., Oeonia rosea Ridl., Oeoniella polystachys (Thouars) Schltr., Polysrachya mauritiana Sprengel., Polystachya cultriformis (Thou.) Spreng., Polystachya sp. var cultriformis, Inconnu 1 ]1m – 3m] Aerangis articulata Rchb., Aerangis citrata Schltr., Aerangis clavigera H.Perr., Aerangis fastuosa Schltr., Aerangis macrocentra Schltr., Aerangis modesta Schltr., Aeranthes arachnites Lindl., Aeranthes caudata Rolfe, Aeranthes gracilis Schltr., Aeranthes grandiflora Lindl., Aeranthes nidus Schltr., Aeranthes perrieri Schltr., Aeranthes ramosa Rolfe, Aeranthes sp.1, Angraecum mauritianum Frappier, Angraecum danguyanum H.Perr., Angraecum madagascariense Schltr., Angraecum sp., Bulbophyllum afzelii Schltr., Bulbophyllum auriflorum H.Perr., Bulbophyllum baronii Ridl., Bulbophyllum calyptropus Schltr., Bulbophyllum occlusum Ridl., Bulbophyllum occultum Th., Bulbophyllum protectum H.Perr., Bulbophyllum

rauhii Toill., Bulbophyllum sp1, Cynorkis boinana Schltr., Cynorkis ridleyi Dur. et Schinz, Jumellea confusa Schltr., Jumellea gladiator Schltr., Jumellea intricata H.Perr., Lemurella culicifera (Rchb.f.) H.Perr., Lemurella viescens H.Perr., Liparis sp2,, Microcoelia gilpinae Summerh, Microcoelia macrantha Summerh, Oeonia rosea Ridl., Polysrachya mauritiana Sprengel., Polystachya cultriformis (Thou.) Spreng. ]0m – 1m] Aerangis citrata Schltr., Aerangis clavigera H.Perr., Aerangis fastuosa Schltr., Aeranthes nidus Schltr., Angraecum mauritianum Frappier, Angraecum calceolus Th., Angraecum madagascariense Schltr., Beclardia macrostachya A.Rich., Benthamia sp., Brownleea madagacarica Ridl., Bulbophyllum afzelii Schltr., Bulbophyllum baronii Ridl., Bulbophyllum compactum Kranzl., Bulbophyllum occlusum Ridl.,

Bulbophyllum rauhii Toill., Bulbophyllum sp1, Calanthe madagascariensis Rolfe, Calanthe sp., Cheirostylis gymnochiloides Rchb.f., Cynorkis purpurasens, Cynorkis sp1, Cynorkis sp2, Lemurella viescens H.Perr., Liparis poncticulata Ridl., Liparis sp1, Oberonia disticha Schltr., Oeonia rosea Ridl., Phaius sp., Polystachya cultriformis (Thou.) Spreng., Satyrium perrieri Schltr., Inconnu 1, Inconnu 2 NB: Les noms des espèces en caractères gras sont des espèces propre de chaque intervalle de hauteur La plupart des Orchidées de Talatakely se trouvent principalement dans les deux intervalle de hauteur entre 1m à 3m et entre 3m à 6m. Parmi les espèces recnsées, Bulbophyllum baronii se rencontre dans toutes les intervalles de hauteur. C’est une espèce qui n’exige pas des conditions écologiques spécifiques. Certaines espèces comme Angraecum danguyanum H.Perr., Bulbophyllum baronii Ridl., Bulbophyllum coriophorum Ridl. ont été trouvées à la fois dans les strates supérieures et dans d’autres intervalle de hauteur, elles sont alors des espèces héliophile, et elles sont prensentes dans les hauteurs supérieures en présence des grands arbres hôtes et de haute taille tels que: Eugenia bernieri (Rotra); Symphonia clusoides (Kimba) ; Weinmannia bojeriana (Maka) et Weinmannia rutembergii (Lalonabe). En revanche, certaines espèces ne se rencontrent que dans les intervalles de 0 m à 3 m. Ce sont les espèces épiphytes hygrophiles strictes ou à la fois hygrophiles et mésophiles. Ces espèces ont besoin d’un milieu ombragé et humide.

3.1.4 Régénération naturelle En général, le taux de régénération naturelle (TR) des populations d’orchidées à Talatakely est très faible de 2,23% en moyenne et les populations ont une mauvaise régénération (Annexe XVI). 49 espèces ont une régénération de 0% comme Aerangis fastuosa et Aerangis modesta. Le taux maximum observé est de 34,04% avec Aeranthes grandiflora. On peut constater que trois espèces ont un potentiel de régénération supérieur ou

égale à 26%. Ce sont : Jumellea gladiator, Bulbophyllum sp2 et Aeranthes grandiflora qui ont des taux respectifs de 28,5%, 31,25%.et 34,04%. Concernant les cinq espèces de Aerangis, le tableau n°12 montre que la régénération est très mauvaise. Le nombre des individus régénérés est largement inférieur à celui des semenciers. Le taux de régénération est de 8,18% pour A.citrata ; chez A.macrocentra et A. clavigera, il est respectivement de 7,7% et de 1,32%. A.fastuosa et A.modesta n’ont aucune régénération.

Tableau 12 : Taux de régénération de Aerangis Espèce Individus semenciers Individus régénérés Taux de régénération (%) Aerangis citrata 477 39 8,18 Aerangis clavigera 76 1 1,32 Aerangis fastuosa 21 0 0 Aerangis macrocentra 13 1 7,7 Aerangis modesta 33 0 0 Des causes multiples pouraient être à l’origine de cette mauvaise ou absence de régénération, entre autres, on peut citer la concurrence interspécifique et l’absence de pollinisateur. Cette abscence de pollinisateur est indiquée par le nombre insuffisant de fruit observés par rapport au nombre de fleurs sur 38 individus de quelques espèces (le nombre maximum de fleurs pollinisée est de 0 jusqu’à 5 sur 30 à 34 fleurs). Il y a aussi la visite précoce des pollinisateurs favorisant la fanaison prématurée des fleurs et la présence d’insectes ravageurs (Photo 7) qui attaquent les gousses. En plus, la multiplication des orchidées par voie asexuée est mauvaise car un individu mature ne peut émetre que un à deux rejets par an seulement.

Chenille dans une gousse d’orchidées

Fidi

Photo 7 : Larve d’insecte nichant dans un fruit de Angraecum mauritianum La perte d’habitat est aussi une menace pour les Orchidées de Talatakely. D’après les résultats obtenus, 5,19% des individus de ces plantes sont observés morts avec leurs plantes hôtes « bois morts » et l’aménagement de la piste touristique à Talatakely a favorisé probablement la dégradation des habitats naturels de ces Orchidées. 3.2 Description des espèces ciblées Cette partie présente les résultats sur l’étude morphologique de cinq espèces de Aerangis de Talatakely Ranomafana.

3.2.1 Critères de séléction Les espèces cibles ont été choisies selon les quatre critères suivants : - la plus rencontrée à Talatakely, - endémique de Madagascar, - rare ou menacé, - à potentialité horticulturale Sur les 82 espèces d’Orchidées observées dans la zone d’étude et parmi les Aerangis, cinq espèces repondent à ces critères (Planches photographiques n°3 et n°4) : - Aerangis citrata (Thouars) Schltr. - Aerangis clavigera H. Perrier - Aerangis fastuosa (Rchb.f.) Schltr. - Aerangis macrocentra (Schltr.) Schltr. - Aerangis modesta (Hook.f.) Schltr.

3.2.2 Description des espèces étudiées Morphologiquement, les cinq espèces de Aerangis ont des caractères communs permettant de les classer dans un seul genre. Des caractères distinctifs sont aussi observés pour les distinguer les unes des autres (Annexe XVII). a. Caractères communs des espèces cibles Les cinq espèces sont toutes des épiphytes. Les caractères communs des cinq espèces cibles sont : la forme de leurs feuilles simples, généralement oblongues, disposées en deux rangées avec une phyllotaxie alterne, toujours plane. Les fleurs sont disposées alternativement sur deux rangées, elles sont toutes de couleur blanche. Les sépales et pétales sont tous obtus et l’ovaire est pédicellé. b. Caractères distinctifs des espèces cibles Les cinq espèces se distinguent par plusieurs caractères morphologiques comme la longueur et le diamètre de la racine, la longueur de la tige, la taille, le nombre et la couleur des feuilles, la longueur de l’inflorescence ainsi que le nombre de fleurs portées par chaque inflorescence.

Caractéristiques des racines

Les racines sont nombreuses pour toutes les espèces mais la longueur et le diamètre sont variables (Tableau n°13)

Tableau 13 : Caractères racinaires des cinq espèces de Aerangis Espèce A. citrata A. clavigera A. fastuosa A. macrocentra A. modesta Paramètres Diamètre (mm) moyenne 2 1 1 3 1 maximal 2,5 1 1 4 1 minimal 1,5 1 1 1 1 Longueur (cm) moyenne 28 8 20 33,7 6 maximale 52 14 37 62 10 minimale 4 3 3 5,4 2

A partir de ce tableau n°13, on observe que les cinq espèces de Aerangis ont de fines racines, d’un diamètre variant de 1mm (cas de Aerangis clavigera, Aerangis fastuosa et Aerangis modesta) à 2mm pour Aerangis citrata et 3mm pour Aerangis macrocentra. La longueur moyenne est de 19,4cm. Elle est de 28cm chez Aerangis citrata, 8cm pour Aerangis clavigera et 20cm chez Aerangis fastuosa. Aerangis macrocentra a des racines longues avec un maximum de 62cm et une moyenne de 33,7cm. Par contre, Aerangis modesta a des racines courtes de 2cm, et un maximum 10cm.

Caractéristiques des tiges

Les tiges de Aerangis ont généralement une longueur variant de 1cm (cas de Aerangis fastuosa) à 15cm (cas de Aerangis modesta). Les autres espèces ont des tiges de 6cm de long en moyenne.

Caractéristiques des feuilles

Les caractéristiques des feuilles des individus adultes permettent de distinguer les cinq espèces de Aerangis entre elles. Le tableau n°14 suivant montre quelques caractéristiques des feuilles de ces cinq espèces tels que le nombre, la longueur, la largeur, l’épaisseur, la couleur et la forme de l’apex de leurs feuilles.

Tableau 14 : Caractères foliaires de ces cinq espèces de Aerangis Espèce A. A. clavigera A. fastuosa A. macrocentra A. modesta Moyenne Paramètres citrata Nb Moy 6 5 4 3 2 Max 9 7 5 4 3 Min 3 3 3 2 2 L (cm) Moy 8,75 2,6 3,75 13,4 8,6 7,42 Max 15,7 4,2 7 23 14,7 Min 1,5 1 0,5 3,8 2,4 l (cm) Moy 5,1 1,3 2,4 3,7 1,6 2,82 Max 9,5 2,1 3,2 5,7 2,6 Min 0,7 0,5 1,5 1,6 0,6 E Mince Epaisse Epaisse Mince Epaisse et coriace C Vert Vert Vert rosâtre Vert Vert A Bilobé Bilobé Ronde Bilobé inégale Bilobé inégale inégale inégale

Nb : Nombre de feuille E : Epaisseur Moy : Moyenne L : Longueur C : Couleur Max : Maximum L : largeur A : Forme de l’apex Min : Minimum

Le nombre moyen des feuilles varie de deux pour Aerangis modesta à six ou neuf pour Aerangis citrata. Il est au nombre de trois pour Aerangis macrocentra, quatre pour Aerangis fastuosa et cinq pour Aerangis clavigera. Les feuilles ont une longueur moyenne de 7,42cm. Elles sont très courtes (2,6cm) chez Aerangis clavigera et longue (13,4cm à 23cm) chez Aerangis macrocentra. Elles ont une largeur moyenne de 2,82cm avec un minimum de 1,3cm (Cas de Aerangis clavigera) et un maximum de 5,7cm (Cas de Aerangis macrocentra).

Caractéristiques de l’inflorescence et des fleurs

L’inflorescence de toutes les espèces est de type grappe, à l’exception de Aerangis fastuosa qui porte des inflorescences de une à trois fleurs. Les fleurs sont de couleur blanche sauf pour Aerangis citrata dont la couleur vire au jaune. Le tableau n°15 suivant résume les caractéristiques de l’inflorescence et des fleurs des quatre espèces ayant une inflorescence de type grappe.

Tableau 15 : Caractères de l’inflorescence et des fleurs de ces quatre espèces de Aerangis Espèce A. citrata A. clavigera A. macrocentra A. modesta Paramètres Inflorescence Nombre 1 ou 2 1 ou 2 1 à 4 1 ou 2 L moy (cm) 22,3 10 33,7 12 L Max (cm) 31 13 62 15 L min (cm) 13,5 7 5,4 9 Fleur Nb moy 20 5 21 8 Nb Max 30 10 34 13 Nb min 10 1 8 4 Forme de l’apex Sépale Cunéiforme - Aigue Aigue Pétale Cunéiforme - Aigue Aigue Forme du bout de l’épéron Ronde Filiforme Ronde et applatie Filiforme

L moy : Longueur moyenne L min : Longueur minimale Nb Max : Nombre maximal L Max : Longueur maximale Nb moy : Nombre moyen Nb min : Nombre minimal

Deux hampes florales se rencontrent sur Aerangis citrata, Aerangis clavigera et Aerangis modesta ou 4 hampes florales pour Aerangis macrocentra. L’inflorescence a une longueur variant de 10cm (Aerangis clavigera) à 33,7cm même jusqu’à 62cm pour Aerangis macrocentra. Elle porte au moins une fleur (chez Aerangis clavigera) et au maximum 34 fleurs (chez Aerangis macrocentra). Aerangis modesta et Aerangis citrata portent respectivement 8 et 20 fleurs. Les fleurs de Aerangis clavigera sont dificiles à étudiées car le moment de notre descente sur terrain ne coincident pas avec leur floraison empêchant de faire l’analyse de leurs caractéristiques. Le bout de l’épéron de ces quatre espèces constitue un caratère distinctif (Photo 8). Il est rond chez Aerangis citrata, rond et applati chez Aerangis macrocentra et filiforme ou grèle chez Aerangis clavigera et Aerangis modesta. 2 1 3 4

Epéron rond Epéron rond et applati Epéron filiforme

Photo 8 : Différentes formes d’épéron des espèces de Aerangis 1- Epéron rond de Aerangis citrata 2- Epéron rond et applati de Aerangis macrocentra 3- Epéron filiforme de Aerangis clavigera 4- Epéron filiforme de Aerangis modesta c. Clé de détermination simplifiée 1 - Feuille simple, à apex rond, de couleur verte rosâtre, à fleur solitaire----Aerangis fastuosa 1’- Feuille simple, à apex bilobé inégale, de couleur verte, à inflorescence de type grappe 2 – Feuille épaisse, généralement moins de 8,5cm de long 3 – Inflorescence courte (moins de 10cm de long)------Aerangis clavigera 3’- Inflorescence longue (entre 10cm et 25cm)------Aerangis modesta 2’- Feuille mince, généralement plus de 8,5cm de long 4 – Inflorescence longue (entre 10cm et 25cm)------Aerangis citrata 4’- Inflorescence très longue plus de 25cm------Aerangis macrocentra 3.3 Données moléculaires sur les espèces ciblées Le résultat de l’amplification d’ADN de la région ITS du génome nucléaire par PCR (Réaction de Polymérisation en chaîne) montre que la taille de cette région est d’environ 700 paires de base en utilisant les amorces disponibles et l’échantillon de tissu utilisés (Photo 9). L’analyse de la séquence d’ADN nucléaire de l’échantillon de tissus des espèces de Aerangis de Talatakely confirme que l’identification des plantes à partir des caractères morphologiques sur terrain est correcte. 1- A. citrata Ran#387-05 2- A. citrata Ran#623-05 3-A. clavigera Ran#370-05 4-A. clavigera Ran#413-05 500pb 5-A. fastuosa Ran#380-05 6-A. fastuosa Ran#538-05 1kb 7-A. macrocentra Ran#226-05 1 2 3 4 5 6 7 8 9 8-A. macrocentra Ran#454-05 9-A. modesta Ran#546-05 10-A. modesta Ran#287-05

Marqueur de taille n° de l’échantillon

Photo 9 : Taille des amplicons ou produit du PCR de la région ITS du genre Aerangis après amplification par ITS5F et 26S25R

Le pourcentage de ressemblance avec la base de données du NCBI (National Center for Biotechnology Information) est supérieur à 25%. Le résultat est alors significatif. Toutes les séquences sont conformement identiques à celle de Aerangis qui est un genre dans le référence du NCBI. Les échantillons appartiennent au genre Aerangis. Avec l’echelle de classificcation de FRIEDRICH et al. (2004), les séquences sont identiques à la partie du gène conservé du gène de référence. C’est pourquoi, il n’y a pas de grande différence entre les cinq espèces. Pourtant, le pourcentage de similarité peut se présenter comme suit : - les séquences d’ADN de Aerangis citrata, Aerangis fastuosa et de Aerangis macrocentra sont conformes jusqu’à 97% à 98%, respectivement avec les gènes de références suivants : o gb │ DQ091600.1 │ qui est une espèce de Aerangis citrata o gb │ DQ091604.1 │ qui est une espèce de Aerangis fastuosa o gb│ DQ091601.1 │ qui est une espèce de Aerangis macrocentra - pour les séquences d’ADN de Aerangis clavigera, elles sont conformes jusqu’à 91% à 96% aux gènes du genre Aerangis. - les échantillons d’ADN prennent les identités des autres genres voisins à 90% comme ceux de Angraecum, Angraecopsis, Oeonia, Cryptopus, Microterangis. - A un taux de ressemblance inférieur à 90%, des échantillons d’ADN sont similaire avec les gènes des autres genres étrangers tels que Rangaeris, Mystacidium, Ancistrorhynchus, Rhipidoglossum, même avec d’autres plantes. Le tableau n°16 suivant récapitule les resultats sur la comparaison des séquences d’ADN obtenues avec celles des gènes des espèces de Aerangis du NCBI (AnnexeXVIII). Tableau 16 : Taux de ressemblance des séquences d’ADN nucléaire des espèces cibles (Aerangis spp.) avec celles de la banque de gène NCBI Banque de gène gb │ DQ091600.1 │ gb │ DQ091601.1 │ gb│ DQ091603.1 │ gb │ DQ091604.1 │ Espèce cible A. citrata A. macrocentra A. modesta A. fastuosa Ran#266-05 98% 96% 95% 95% A. citrata Ran#267-05 97% 95% 94% 94% Ran#383-05 97% 93% 92% 93% Ran#308-05 96% 96% 96% 96% A. clavigera Ran#370-05 96% 96% 96% 96% Ran#735-05 96% 96% 96% 96% Ran#537-05 94% 93% 93% 98% A. fastuosa Ran#538-05 93% 92% 91% 97% Ran#732-05 94% 95% 93% 98% Ran#481-05 95% 98% 92% 91% A. macrocentra Ran#482-05 96% 98% 95% 95% Ran#484-05 91% 97% 91% 90%

L’identification des espèces de Aerangis de Talatakely est alors correcte. Ces résultats montrent que les cinq espèces appartiennent au genre Aerangis. Toutes les séquences d’ADN obtenues à partir des échantillons de tissus sont identiques avec celle du gène de référence de Aerangis modesta à 96%. Neanmoins, les séquences correspondent à la partie constante de 710 paires de base (pb) sur 731 de la région ITS (Internal Trascribed Spacer) de l’ADN nucléaire. Les espèces de Aerangis de Talatakely sont proches les unes des autres. Leurs séquences diffèrent seulement sur un ou deux paires de base, c’est pourquoi, l’analyse en cladogramme ne peut pas être effectuée. Il faut remarquer qu’entre les individus d’une même espèce, des différences sont encore observées. Elles sont dues à l’utilisation des séquences uniques provenant de chaque amorce. Par conséquent, il est nécessaire de refaire les séquences de 21 pb de cette région ITS ou faire d’autres études sur les séquences d’autres régions d’ADN et il faut répéter l’étude des séquences d’ADN au moins deux fois pour chaque type d’amorce. Pour le cas des échantillons d’ADN de Aerangis modesta, leurs séquences sont identiques à celles de certains champignons appartenant à la classe des Ascomycètes. Elles sont donc contaminées. DISCUSSIONS ET RECOMMANDATION

Les méthodes utilisées dans ce travail s’avèrent appropriées pour les études des Orchidées de Talatakely. Pourtant, quelques points doivent être discutés concernant les résultats obtenus et à partir des problèmes rencontrés lors de la collecte des données, des recommandations sont proposées. A. DISCUSSIONS 1- Diversité floristique La forêt de Talatakely est plus riche en Orchidées que celle d’Anjozorobe. 23 genres avec plus de 80 espèces ont été recensés alors que seulement 14 genres et 75 espèces ont été trouvées par RASOLONJATOVO (2004) dans la forêt d’Antsahabe Est à Anjozorobe. 16 espèces d’orchidées sont communes à ces deux forêts. Deux raisons pourraient être à l’origine de la richesse en orchidées de la forêt de Talatakely par rapport à celle d’Antsahabe (Tableau 17) : - la pluviométrie annuelle est plus abondante 2911,31mm au lieu de 1237mm favorisant l’abondance des épiphytes, car le climat est un facteur de diversité d’un milieu (DAJOZ, 1971), et l’humidité serait un des facteurs influençant le développement des orchidées (STEWART, 1995). - Talatakely est un site protégé depuis 1991, permettant la conservation de plusieurs espèces, alors que la forêt d’Antsahabe n’a été classée site de conservation que l’année 2007. Probablement, des collectes abusives et illicites y ont été pérpétrées auparavant.

Tableau 17 : Comparaison du caractéristique du site de Talatakely et celui d’Antsahabe Est Différences Antsahabe Est Talatakely Altitude (m) 1000 à 1500 400 à 1400 Température moyenne (°C) 14,1 à 20,9 14,1 à 21 Variation de température (°C) 6,8 6,9 Précipitation moyenne annuelle (mm) 1237 2911,31 Nombre moyenne du jour de pluie 119 250 Bioclimat Subhumide Perhumide tempéré Végétation Domaine Central Domaine central et oriental Type de forêt Forêt dense - Forêt dense sempervirente de sempervirente de moyenne altitude moyenne altitude - Forêt dense sempervirente de basse altitude Vent Alizé Alizé En outre, la présence des espèces communes peut être expliquée par deux raisons. D’une part, il est probable que ces espèces soient cosmopolites. D’autre part, les caractéristiques écologiques de ces deux milieux sont plus ou moins similaires. Pour la forêt de Talatakely et d’Antsahabe Est, la température moyenne est d’environ 21°C au maximum et quelques parties de chaque formation appartiennent à la forêt dense humide sempervirente de moyenne altitude, et se trouvent à une altitude supérieure à 800 m. En plus, ces forêts sont soumises aux influence de l’Alizé amenant des précipitations permanentes sur son passage. 2- Régénération naturelle La mauvaise régénération naturelle est un facteur limitant sur la pérennisation des Orchidées (RAHELIVOLOLONA, 2005). Des problèmes de régénération sont observés chez les Orchidées de Talatakely. Les causes peuvent se classer en deux catégories : des facteurs internes et des facteurs externes aux plantes. a. Facteurs internes Les graines des Orchidées constituent le meilleur moyen de régénération surtout si elles sont produites en grande quantité. Néanmoins, elles sont dépourvues de réserves nutritives. La germination des orchidées présente un mécanisme assez complexe dans la nature car elle nécessite une symbiose avec des champignons mycorhiziens du genre Rhizoctonia pour démarrer la germination et pour assurer la régénération de l’espèce (DRESSLER, 1990 ; SATINDER & SARMA, 1997). Dans la nature, la chance d’une rencontre entre les deux entités graine/champignon est souvent très aléatoire. C’est pourquoi, une faible proportion des graines fertiles arrive à germer (BARBIER, 1994 ; SATINDER et SARMA, 1997). La vitesse de germination des graines d’Orchidée est très lente, même dans les milieux artificiels contrôlés. En effet, plusieurs auteurs (LECOUFLE, 1981 ; BARBIER, 1994 ; RAHELIVOLOLONA, 2005) ont montré que dans le milieu naturel, la vitesse de germination des graines est de un à deux ans avec un taux de germination d’environ 0,01 %. La multiplication végétative naturelle des Orchidées a un rendement très faible, respectivement de un à deux rejets par cycle végétatif (BARBIER, 1994). Alors, la régénération des orchidées par voie asexuée ne suffit pas à étoffer la population de cette famille. b. Facteurs externes Talatakely Ranomafana est à la fois un site de recherche et un site touristique ; et nos résultats confirment que les perturbations de cette forêt ne sont pas négligeables ce qui pourait perturber de la régénération de ces Orchidées (GOODMAN et RAZAFINDRATSITA, 2001). Outre les perturbations du site, les maladies cryptogamiques et les insectes jouent également un rôle important dans la destruction des Orchidées (RASAMBARITAFIKA, 2006). La présence de maladies cryptogamiques s’explique par l’obtention des séquences d’ADN nucléaire de Aerangis modesta identique à celles de la classe des Ascomycètes lors des études moléculaires. Ainsi, les Ascomycètes sont parmi les responsables des maladies cryptogamiques des orchidées (RASAMBARITAFIKA, 2006). La rareté de ces espèces peut être due à leur exigence écologique très spécifique. Cette limitation en nombre est aggravée par les conditions environnantes telles que l’absence de pollinisateurs et les concurrences interspécifiques limitant leur développement. En outre, dû au climat toujours humide, les arbres tombent à terre et pourissent, en entraînant la disparition ou la mort des orchidées qui se sont développées sur eux. 5,19% des individus d’orchidée recensée sont observés morts sur des arbres morts. 3- Résultat de l’étude morphologique L’étude morphologique des plantes est la plus utilisée pour distinguer les genres et les espèces. Jusqu’à nos jours, seule la clé de détérmination établie par PERRIER DE LA BATHIE (1939) est utilisée pour identifier les espèces de Aerangis. Cette clé est basée sur les caractères morphologiques de la plante et surtout ceux de la fleur. PERRIER a divisé le genre Aerangis de Madagascar en deux groupes et montré par notre étude se basant sur quelques caractères des feuilles et de l’inflorescence : - le premier groupe est composé de Aerangis fastuosa, A. monantha et A. curnowiana qui est actuellement classée parmi des Aerangis monantha - le second groupe est formé par les autres espèces de Aerangis y compris Aerangis citrata, A.clavigera, A. macrocentra et A. modesta. Avec la clé de PERRIER, Aerangis citrata possède des caractères communs avec Aerangis clavigera et Aerangis modesta avec Aerangis macrocentra alors que cette étude montre que Aerangis citrata a des caractères voisins de Aerangis modesta et Aerangis clavigera que ceux de Aerangis macrocentra. Par conséquent, ces travaux mettent en évidence que ces quatre espèces appartiennent à un seul groupe. En combinant les deux clés, les résultats permettent de dire que Aerangis fastuosa de Talatakely peut être une variété de Aerangis fastuosa Var françoisii de PERRIER DE LA BATHIE. Cette variété a des feuilles arrondies et un peu ovale, or les feuilles de Aerangis fastuosa de Talatakely sont plus ou moins arrondies, d’une taille moyenne de 3,75cm x 2,4cm et avec un apex arrondie. En effet, la clé obtenue basée sur des caractères de feuilles et de l’inflorescence sur terrain et celle de PERRIER sont complémentaires. Bien que les caractères morphologiques soient des éléments utiles pour identifier une espèce, la différenciation morphologique des cinq espèces de Aerangis étudiées est significative à l’état adulte mais insuffisant pour l’identification à l’état juvénile. Alors, il est vrai que les formes de l’appareil végétative sont parfois fortement identiques (BERNARDOS et al., 2005). L’établissement de la clé de détermination des espèces de Aerangis à partir des caractères morphologiques doit être combiné avec d’autres études de laboratoire telle que l’étude anatomique pour vérifier la classification. 4- Etude moléculaire Concernant l’étude moléculaire, l’analyse des séquences de la région ITS du gène nucléaire a été effectuée pour observer la diversité génétique au sein d’une population et pour distinguer une espèce d’une autre. Cette étude constitue un autre support complémentaire pour identifier un genre ou une espèce. Elle permet dejà de déterminer que les échantillons appartiennent au genre Aerangis. Alors que, CAMERON (2005) a éffectué beacoup d’experiences en analysant à la fois les séquences d’ADN des autres gènes et les séquences complètes de la région ITS pour obtenir des résultats plus approfondis sur les Malaxideae, sous tribu d e la famille des ORCHIDACEAE. Notre étude peut être encore un outil important s’il n’y a pas de contrainte temps pendant notre recherche. B. RECOMMANDATIONS Des recommandations peuvent être proposé pour améliorer les travaux futurs. Concernant l’étude écologique, des inventaires dans différents secteurs de la forêt doivent être effectués et des specimens d’herbiers vouchers, adultes et même productifs, doivent couper, afin d’éviter toute confusion lors de la détermination de la plante. Afin d’améliorer l’étude moléculaire, des précautions doivent être prises comme : la collecte de jeunes tissus ou de tissus méristématiques ; sains, propre car les orchidées sont facilement contaminées par les maladies cryptogamiques (FALINIAINA, Communication personnelle). En plus, les cellules dans ces parties jeunes de la plante sont loin d’être contaminées et comme elles sont en phase de croissance, l’isolation des ADN dans ces parties de plantes serait relativement plus facile. L’utilisation d’autres couples d’amorce et l’application d’autres techniques de la biologie moléculaire permettraient probablement d’observer la diversité du genre Aerangis. A titre d’exemple, les analyses des microsatellites, la technique RAPD, AFLP, PCR-RFLP et autres sont des techniques intéressantes à considérer. CONCLUSION

Cette étude concernant l’écologie, la morphologie et la biologie moléculaire des Orchidées de Talatakely du Parc National Ranomafana est la première réalisée dans ce Parc. Les objectifs de notre travail sont atteints. En effet, la forêt de Talatakely est riche en Orchidées malgré le taux de régénération très faible observés sur les différentes espèces. Ainsi, le présent travail a contribué à élucider sans ambiguïté les problèmes d’identification de cinq espèces de Aerangis. Plus de 82 espèces d'Orchidées ont été recensés. Elles sont groupées dans 23 genres. 81,29% d’entre elles sont des épiphytes et 1,21% des espèces seulement sont des lianes. 46,94% sont des espèces endémiques à Madagascar. La majorité des espèces épiphytes se développent sur 55 espèces d’arbres. Parmi ces dernières, Eugenia bernieri (ou Rotra) et Weinmannia bojeriana (ou Maka) sont les plus utilisées comme plantes hôtes. L’étude écologique montre aussi que le genre Bulbophyllum est le plus abondant avec 17 espèces. Les moins représentés sont Beclardia, Cheirostylis, Neobathiea, Oberonia, Oeonia et Oeoniella, avec une seule espèce chacun. La densité moyenne de la population des Orchidées est de 9804 individus par hectare. La population de Bulbophyllum afzelii est la plus dense et la plus abondante dans la forêt. Par contre, 20 espèces sont très rares et ne se rencontrent qu’avec 10 individus au maximum : Aeranthes arachnites, Aeranthes ramosa, Angraecum elephantinum, Angraecum falcifolium, Angraecum scottianum, Angraecum viguieri, Angraecum sp., Beclardia macrostachya,

Bulbophyllum compactum, Calanthe madagascariensis, Cynorkis sp1, Cynorkis sp2, Jumellea gladiator, Jumellea major, Lemurella papillosa, Microcoelia gilpinae, Microcoelia macrantha, Polystachya rosea et les deux espèces inconnues. La répartition des espèces varie en fonction de la situation topographique et en fonction de la hauteur. Seul Angraecum madagascariense et Jumellea confusa ont une répartition constante dans la forêt. Le bas versant est la zone la plus diversifiée avec 54 espèces et la majorité des espèces se cantonnent à l’interieur d’une intervalle de hauteur entre 3 m et 6 m. les espèces héliophiles seulement se trouvent au-delà de12 m : Angraecum danguyanum, Bulbophyllum baronii et Bulbophyllum coriophorum. Le taux de régénération est très faible pour la plupart des espèces. Il varie de 0% à 34,04%. Ces plantes sont alors menacées de disparition à cause des perturbations du milieu par les activités humaines, aggravées par des phénomènes naturels comme la dépendance d’une symbiose avec des champignons mycorhiziens, les pollinisateurs très spécifiques et les maladies diverses. Les études morphologique et moléculaire des cinq espèces de Aerangis (Aerangis citrata, Aerangis clavigera, Aerangis fastuosa, Aerangis macrocentra et Aernagis modesta) nous ont permis de bien maîtriser la technique utilisée en biologie moléculaire laquelle a conduit aux conclusions suivantes : - La morphologie des appareils végétatifs et reproducteurs des individus adultes fournit des caractères d’identification fiables des différentes espèces. Pourtant, les individus juveniles ne se distinguent pas morphologiquement et rendent l’identification sur terrain difficile. - Les études moléculaires confirment l’identification basée sur l’étude morphologique de ces cinq espèces. Ces résultats sont alors d’autant plus importants car on ne paut pas distinguer ces espèces à l’état juvenil alors que la plupart des plantes esportées sont des plantes jeunes et sans fleurs. Les études morphologique et moléculaire sont complémentaires. Cette étude est loin d’être exhaustive, différents problèmes nécessitent des travaux plus approfondis pour obtenir de plus amples informations. D’une part, l’étude écologique et les inventaires dans différents secteurs de la forêt doivent être effectués. D’autre part, toutes études scientifiques et surtout systématiques nécessitent la collecte de specimen d’herbiers vouchers (adulte et fertile) afin d’éviter toute confusion lors de la détermination de la plante. Pour améliorer les études moléculaires, il est préférable d’appliquer d’autres techniques plus complètes et d’utiliser des tissus jeunes et sains où les cellules sont encore en phase de croissance, et l’isolation des ADN serait relativement plus facile. REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES

AKRIM, M., 2005. Amplification et Détection des Séquences Spécifique. PCR.MDI, 49p. ANGAP, 2000. Carte de la zone périphérique du Parc National Ranomafana. Non publiee. ANGAP, 2005. Cadre générale de Conservation : Parc National Ranomafana. Rapport préliminaire, PNR. 16 pp. ANGAP, 2006. Climatologie du Parc National de Ranomafana. Non publié. BARBIER, R., 1994. La multiplication des Orchidaceae. Bulletin Société Française d’Orchidophile n°110: 2-10. BERNARDOS, S., CRESPI, A. & DEL REY, F., 2005. The section Pseudophrys (Ophrys, Orchidaceae) in the Iberian Peninsula : a morphometric and molecular analysis. In Botanical Journal of the Linnean Society; n°148: pp359-275. BESAIRIE, H., 1964. Carte géologique de Madagascar. Service Géologique, Tananarive, Madagascar. Scale 1:1,000,000. BLANC PAMARD, C., RAKOTO RAMIARANTSOA, H., ANDRIANTSEHENO, D., 2005. Foncier et territoires entre pouvoir locaux et politique publiques environnementales : Pratiques, acteurs, enjeux (corridor Betsileo, Madagascar). GEREM, ICD, CNE, CNRS- EHESS, Icotem, Université de Pottiers, UR, 168, 162p BOITEAU, P., 1999. Dictionnaire des noms Malgaches des végétaux. Collection Nature, Edition Alizieu, Tome I,. 448p, Tome II, 488p, Tome III 493p et Tomme IV, 490p. BRAUN BLANQUET, J., 1964. La phytosociologie. 3e édition, Spunnger Vienne, 865p. CAMERON, K., M., 2005. Leave it to the leaves: a molecular phylogenetic study of Malaxideae (Epidendroideae, Orchidaceae). In American Journal of Botany, 92(6): 1025-1032. CHANTRAINE, J. 1968. Géologie et prospection de la region Ambohimahasoa-Fianarantsoa- Ifanadiana (Rapport de fin de mission 1967). Travaux du Bureau Géologique, No. 127. Antananarivo, Madagascar. CITES, 2002. Rapport annuel de 2002 : Organe de gestion CITES de Madagascar. Antananarivo. CORNET, A., 1974. Essai de cartographie Bioclimatique à Madagascar. Notice Explicative N°55, Laboratoire de Botanique, Mission ORSTOM de Tananarive. COUDRAY, J. et BOUGUERRA, M., L., 1994. L’Environnement en milieu tropical. E.S.T.E.M., pp127-175. DAGET, P., 1979. Les modèles mathématiques en écologie. Masson, Paris. pp.9-27. DAJOZ, R., 1971. Précis d’écologie. DUNOD, Paris ; 434p

72 DAVIS, A. and BRIDSON, D., 2003. Introduction to the Rubiaceae In “The Natural History of Madagascar” by GOODMAN, S. M. and JONATHAN, P. B.; The University of Chicago, USA, pp431. DOYLE, J., J. & DOYLE, J., L., 1987. A rapid DNA isolation procedure for small quantities of fresh leaf tissue. Phytochem - Bull. 19: 11-15. DRESSLER, R., L., 1982. The orchids, Natural History and Classification. Harvard, University Press, Cambridge, USA, 332p. DRESSLER, R., L., 1990. The Orchids. Harvard University Press, Cambridge, USA. DUPUY, D., CUBB, P., BOSSER, J., JOHAN, and HERMANS, C., 1999. The orchids of Madagascar. Kew Royal Botanical Garden. 375 pp. FALINIAINA, L., 2005. Studies in endangered species of Malagasy Eulophiella, Gastrorchis and Phaius (Orchidaceae) on the basis of micropropagation by axenic seed germination and rhizome-node culture and characterization by karyomorphology and molecular systematics. PhD Thesis, Hiroshima University, Japan, 108p. FANFANI, A. et ROSSI, W., 1989. Guide to ORCHIDS. Simon & Schuster Inc, New York, USA, 255p. FARAMALALA, M., H., 1988. Etude de la végétation de Madagascar à l’aide de données spatial. Thèse de doctorat d’Etat, Université Paul Sebatier, Toulouse, France, 167p. FISCHESSER, B., et DUPUIS-TATE, M., F., 1996. Le guide illustré de l’écologie. Edition de La martinière. Turin, pp186-191. FRIEDRICH, A., MOULINIER, L., RIPP, R., GARNIER, N., BETTLER, E., DELEAGE, G. et POCH, O., 2004. Méthode de filtrage des résidus des recherches BLAST pour l’obtention d’alignements multiples dédiés à l’analyse structurale. Institut de Génétique et de Biologie Moléculaire et Cellulaire, et institut de Biologie et Chimie des Protéines, France. 12P. GAUSSEN, H., 1955. Détermination des climats par la méthode de courbes ombrothérmiques. C.R.A. Sc. T, pp240 ; 642-643. GOODMAN, S., M. and RAZAFINDRATSITA, V. 2001. Inventaire biologique du Parc National de Ranomafana et du Couloir forestier qui relie au Parc National d’Andringitra. Série Sciences Biologiques n°17, CIDST, Antananarivo, Madagascar. GRENFELL, S., 1995. Plan du Gestion du Parc National de Ranomafana. Parc Nationaux de Madagascar. 131p. GUINOCHET, 1973. Phytosociologie. Collection d’Ecologie 1, Paris, Masson, 227p HERVIEU, J., 1961. Profil type des sols malgaches. Cahier ORSTOM, 1. pp39-82. HILLIS, D., M., MORITZ, C et MABLE, B., K., 1996. Molecular systematics. Second edition.

73 Sunderlands, Massachussets. USA. 655p. HUMBERT, H., 1955. Les territoires Phytogéographiques de Madagascar. In : Colloques Internationaux du CNRS. LIX. Les Divisions Ecologique du Monde. Paris. HUMBERT, H.et COURS DARNE, 1965. Notice de la carte de Madagascar. Extrait des travaux de la Secteur sciences et Technique de l’Institut Française de Pondichery, h.s 156p. JOHNSON, B., K., 1994. Soil survey and characterization in Ranomafana National Park in South eastern Madagascar. Unpublished PhD. Dissertation. North Carolina, State University. Raleigh. JUDD, W., S., CAMPBELL, C., S., KELLOG, E., A. & STEVENS, P., F., 1999. Plant systematics : a Phylogenetic Approach. Sunderland, MA, USA, pp193-194. KOECHLIN, J., GUILLAUMET, S., L., MORAT, P., 1974. Flore et Végétation de Madagascar. Vaduz. Cramer, 658p. LEBRUN, G., 1954. Une classification écologique des forêts du Congo. Publication CNEAS Bruxelle, série scientifique n°63, 65p. LECOUFLE, M., 1981. Orchidées exotiques. La Maison Rustique, Paris, 191p. LEWIS, B. & DOROTHY, 2005. DNA Protocols NYBG. In The Cullman Program for Molecular Systematics Studies - NY, USA, 42p LINDLEY, J., 1930. Genera and species of Orchidaceous Plants. Ridgways. LOAYZA, M., D., WILLIAMS, N. H. & WHITTEN, W., M., 2005. Molecular Systematics of a New World Orchid. In Orchids, pp132-137. LOWRY II, P., P., SCHATZ, G., E & PHILLIPSON, P., B., 1997. Natural change and human impact in Madagascar. In SM GOODMAN and B P PATERSON, Ed. Smithsonian Institution Press. Washington and London. MABBERLEY, D., J., 2002. The Plant Book, a portable dictionnary of the vascular plant. Second edition. University Press, Caùbridge. 858p. MAEP, UPDR, 2003. Monographie de la région de Vatovavy. Antananarivo ; 78p. ONE, ANGAP, PNUE, 1997. Monographie Nationale sur la Biodiversité. Antananarivo, Ministère de l’environnement, des eaux et foret, 324p PERRIER DE LA BATHIE, H., 1921. La végétation Malgache. Ann. Mus. Col., Marseille, 268p. PERRIER DE LA BATHIE, H., 1939. Flore de Madagascar. 49e Famille : Orchidées, de Humbert, vol 1, M N H N, Tananarive : Imprimerie Officielle, 477p. PERRIER DE LA BATHIE, H., 1941. Flore de Madagascar. 49e Famille : Orchidées, de Humbert, vol 2, M N H N, Tananarive : Imprimerie Officielle, 387p.

74 PETITJEAN, A. et PETITJEAN, M., 1992. Plantes utiles de Madagascar : Répertoire des noms vernaculaires. Document ronéotipé. Antananarivo, 300p. QIAGEN, 2002. QIAquick Spin Handbook. Valencia, California, USA, 34p. QIAGEN, 2004. DNeasy Plant Mini and DNeasyPlant Maxi Handbook. Valencia, California USA, 32p. QUILLET, 1970. Dictionnaire encyclopédique. N-PQ, Paris, pp4600-4602 RABAKONANDRIANINA, E., 1998. Les plantes malgaches : leurs rapports avec les pollinisateurs dans l’équilibre des écosystèmes forestiers à Madagascar. Recherche Scientifique et Technologique pour le Développement. pp. 314-321. RABE ANDRIANANDRASANA, H., 2004. Germination et croissance asymbiotique de deux espèces d'orchidées Malagasy : Cymbidiella flabellata (Thouars) et Aerangis platyphylla (Schltr). Mém. D.E.A., Fac. Sciences, Université d’Antananarivo. 56 pp. RAHAJANIRINA, V., 2000. Contribution à l’étude systématique et écologique des Bambous consommés par Hapalemur dans la région du Parc Ranomafana. Mém. D.E.A., Fac. Sciences, Université d’Antananarivo. 95p. RAHELIVOLOLONA, R., 2005. Mise au point de technique de vitropropagation d'orchidées Malgaches : Eulophiella roempleriana Rolfe et de Grammangis Lind. Thèse Doc. 3ème cycle, Fac. Sciences, Université d’Antananarivo. 128 pp. RAJAOVELONA, L., R., 2005. Structure de la population et Ecologie de la Reproduction de l’espèce Angraecum longicalcar (Bosser) Senghas (ORCHIDACEAE). Mém. D.E.A., Fac. Sciences, Université d’Antananarivo, 66p. RAKOTONIRINA, N., H., 2001. Impact de la création du Parc National Ranomafana sur le développement de quelques oiseaux en voie de disparition. Mémoire CAPEN ENS, Université d’Antananarivo, 70p. RAMAHENINA, J., A., 2006. Etude biologique et écologique de l’espèce menacée d’orchidée : Eulophiella roempleriana (Schltr.). Mém. D.E.A., Fac. Sciences, Université d’Antananarivo, 102p RAMANAMPAMONJY, N., 2004. Conservation des ressources génétiques d'orchidées: création d'une banque de gènes in vitro de Aeranthes grandiflora Lind. et mise en place d'une aire de conservation in situ à l'île Sakatia (Nosibe Hell ville). Thèse Doc. 3ème cycle, Fac. Sciences, Université d’Antananarivo. 183 pp. RANDRIANASOLO, H., H., 1997. Ecologie alimentaire d’oiseaux dans le groupe plurispécifique de la sous-canopée dans le Parc National Ranomafana. Mémoire CAPEN ENS, Université d’Antananarivo, 100p.

75 RASAMBARITAFIKA, I., 2006. Détermination des principaux agents de Maladies cryptogamiques de 5 espèces d’orchidées de Madagascar. Mém. D.E.A., Fac. Sciences, Université d’Antananarivo, 57p. RASOLONJATOVO, B., 2004. Etude des Orchidées de la forêt d’Antsahabe Est (Anjozorobe) : Inventaire, Etat de la population, Ecologie de la reproduction. Mém. D.E.A., Fac. Sciences, Université d’Antananarivo, 79p. RATOVOHERY ANDRIAMAHEFA, A., T., 1993. Etude des utilisations des Bambusaceae dans la région du Parc National Ranomafana. Mémoire CAPEN ENS, Université d’Antananarivo, 77p. RAUNKIAER, C., 1906. Type biologique pour la géographie botanique. Oversight.Danske Vidensk Forkandlig, T5 : pp 347-437. RAVO, I., M., 1996. Etude Botanique et économique de quelques orchidées de Madagascar. Mémoire CAPEN ENS, Université d’Antananarivo, 99p. RAZAFINDRATSITA, V., 1995. Etude biologique et écologique de Philepitta castanea (Muller), son rôle dans la régénération du sous bois forestière du Parc National de Ranomafana. Mém. D.E.A., Fac. Sciences, Université d’Antananarivo, 46p. RAZAKAMANANA, L., H., 2002. Contribution à l’étude du rythme d’activité et du régime alimentaire de 3 groupes de Simpona ou Propithecus diadema edwardsi dans la forêt de Talatakely du Parc National Ranomafana- Fianarantsoa. Mémoire CAPEN ENS, Université d’Antananarivo, 73p. RIQUIER, J., 1968. Carte pédologique de Madagascar a l.éschelle de 1:1,000,000 en trois feuilles. ORSTOM (Office de la Recherche Scientifique et Technique Outre-Mer), Centre de Tananarive, Madagascar. ROGER, E., RANIRISON, P. & RAVAOMANALINA, B., H., 2004. Inventaire des orchidées dans les différentes formations végétales du Parc National Tsingy de Bemaraha. ANGAP, 39p (Non publié). ROLLET, B., 1979. Application de diverses méthodes d’analyse de données à des inventaires forestiers détaillés levés en forêt tropicale. In Oecologica Planrarum 14 (3) Ed. Gauthier, Villards. Pp319-344. ROLLET, B., 1983. La régénération naturelle dans les trouées. Un processus général de la dynamique des forêts tropicales humides. Bois et forêt des tropiques n°201 : pp3-34 et n°202 : pp19-34. ROTHE, P., L., 1964. Régénération naturelle en forêt tropicale. La Dypterocarpus dreyi (DAU) sur le versant Cambodgien du Golf de Sian. Bois et forêt des tropiques : pp 386-397.

76 SATINDER KAUIZ, SARMA, C. H. ; 1997. Selection of best medium for vitro propagation of Dendrobium lindleyi Stend. Ad. Plant Sci. 10 (1). SCHATZ, G., E., 2001. Flore générique des Arbres de Madagascar. RBG, Kew & MBG ; Grande Bretaigne, 503p. SCHLECHTER, 1927. Die Orchideen. F.G. Brieger, R.Maatsch & Senghas, Deutchland. SOLTIS, P., S., SOLTIS. D., E. & DOYLE, J., J., 1992. Molecular systematics of Plants. Chapman & Hall; New York, USA, 434p. SOLTIS, P., S., SOLTIS. D., E. & DOYLE, J., J., 1998. Molecular systematics of Plants II : DNA sequencing. Chapman &Hall; Norwell, USA, 592p. STEWART, J., GRIFFITHS, M., 1995. Manual of Orchids. The Royal Horticultural Society, Portland, Oregon, USA, 374p. TREMBLAY, R., L. et HUTCHINGS, M., J., 2002. Population dynamic in orchid conservation : a review of analytical methods, based on the rare species Lepanthes eltoroensis. In DIXON, K., W., KELLS, S., P. and CRIBB, P., J. (eds.). Orchid conservation. Pp163-183. WINDLEY, B., F., RAZAFINIPARANY, A., RAZAKAMANANA, T., and ACKERMAND, D., 1994. Tectonic framework of the Precambrian of Madagascar. Geologische Rundschau 83:642-659. WITHNER, C., L, 1959. The Orchids : A scientific survey. Ronald Press. Co. New York; 648p. WRIGHT, P. and CHARKS, P., 1990. Ranomafana National Park : Integrating rainforest conservation with sustainable development in Madagascar. 46p.

Références éléctroniques

ANGAP, 2002. Ranomafana (Parc national) Madagascar. Disponible sur le web : http://www.parcs-madagascar.com. BLAIS, P., M., 2006. Orchidées de Provence. Disponible sur le web : http://perso.wanadoo.fr/pm.blais. DOMINIQUE, K., 2007. Les orchidées de Madagascar. Disponible sur le web : http://madaorchidee.free.fr. FAHY, N. E., 2001. A Guide to the Land Snails of Ranomafana National Park. Disponible sur le web: http://calcacademy.org/research/MAD/MAD_GUIDE_1.html. ICTE, 2006. Ranomafana National Park. Disponible sur le web : http://info.bio.sunysb.edu/icte/pages/ranomafana.html. JODRA, S., 2005. Le Monde Vivant. Disponible sur le web :

77 http://www.cosmovisions.com/orchidees.htm. MAK, 2001. Growing orchids for beginners. Disponible sur le web: http://www.madatours.com. VALLERY, V, SOMMEREYNS, C., 2006. Molecular Genetics workshop. Disponible dur le web : http://www.oardc.ohio-state.edu/mcic/genomics/sequencing/seq_instruction.html. VIVIANE, 2006. Orchidées. Disponible dur le web : http://www.cyberpassions.net. WIKIPEDIA, 2006a. La PCR. Disponible dur le web : http://fr.wikipedia.org/PCR. WIKIPEDIA, 2006b. Orchidaceae. Disponible dur le web : http://fr.wikipedia.org/wiki/orchidl. WILLIAMS, G, 2001. Welcome to Ranomafana National Park. Disponible dur le web : http://info.bio.sunysb.edu/rano-biodiv/.

78 79 PLANCHE PHOTOGRAPHIQUE N° 1 Quelques photos de la faune de Talatakely Ranomafana

Fidi 1 2 Fidi

Photo 10 : Propithecus diadema edwardsi Photo 11 : Hapalemur aureus

3 Fidi Photo 12 : Hapalemur griseus

4 Rence 5 Fidi 6 Rence

Photo 13 : Galidia elegans Photo 14 : Brookesia superciliaris. Photo 15 : Argema mitrei PLANCHE PHOTOGRAPHIQUE N °2 Manipulations

7 Fidi 8 Terri

Photo 16 : Mensuration de feuille de Aerangis fastuosa Photo 17 : Mise en paquet des échantillons de tissus

9 Dr Lei Photo 18 : Extraction d’ADN au laboratoire PLANCHE PHOTOGRAPHIQUE N° 3 Quelques photos d’orchidées de Talatakely Ranomafana

10 Fidi 11 Fidi

Photo 19 : Cynorkis sp1 (dite butter fly) Photo 20 : Liparis sp. (Petite taille) sur un rocher sur une branche morte 12 Fidi 13 Fidi

Photo 21 : Liparis sp. (à fleur violette) Photo 22 : Polystachya sp. en fleur et en fruit (Terrestre)

PLANCHE PHOTOGRAPHIQUE N °4 Quelques photos d’orchidées de Talatakely Ranomafana (Suite)

Photo 23 : Cynorkis ridleyi Photo 24 : Cynorkis villosa

Fidi 14 Fidi 15 Fidi 17 Fidi 16 Photo 25 : Lemurella virescens Photo 26 : Microcoelia gilpinae en fruit

PLANCHE PHOTOGRAPHIQUE N° 5 Photos des espèces de Aerangis de Talatakely Ranomafana

18 19 Rence

Photo 27 : Inflorescence de Aerangis citrata Photo 28 : Fruits de Aerangis citrata 20 21

Photo 29 : Port de Aerangis clavigera Photo 30 : Inflorescence de Aerangis clavigera

Fruit

22 23 Dominique K.

Photo 31 : Fleurs de Aerangis fastuosa Photo 32 : Fruit de Aerangis fastuosa

PLANCHE PHOTOGRAPHIQUE N° 6 Photos des espèces de Aerangis de Talatakely Ranomafana (Suite) 24 Rence 25 Fidi Photo 33 : Port de Aerangis macrocentra Photo 34 : Inflorescence de Aerangis macrocentra

26 Dominique K. 27 Dominique K. Photo 35 : Inflorescence de Aerangis modesta Photo 36 : Fruit de Aerangis modesta Annexe I : Circuit touristique de Talatakely – Ranomafana

N Annexe II : Données météorologiques de la microstation de Talatakely – PNR (1997 – 2005) (Source : ANGAP Ranomafana, 2006)

Mois Janvier Février Mars Avril Mai Juin Juillet Août Septembre Octobre Novembre Décembre Annuelle Précipitation moyenne (mm) 426,03 461,91 416,51 214 149,47 169,41 210,83 146,8 105,83 124,49 143,19 342,83 2911,31 Nombre de jour de pluies (j) 26 26 25,7 20,7 20,8 18,3 19,9 18,3 14,9 15,8 18,6 25 250 Température moyenne minimale (°C) 17,61 17,47 17,23 15,45 14,03 11,62 11,22 11,06 12,33 14,18 15,96 17,1 Température moyenne maximale (°C) 24,39 24,52 23,97 22,56 20,49 18,18 17,05 17,89 20,89 22,62 24,66 24,87 Température minimale absolue (°C) 12,9 14,9 14,4 12,3 10,6 8,9 8 8 8,8 10,5 12,3 13 Température maximale absolue (°C) 28,9 24,7 27,8 26,4 24,5 21,9 20,8 22,3 27,5 27,1 30,2 29,5 Température moyenne (°C) 21 21 20,6 19 17,3 14,9 14,1 14,5 16,6 18,4 20,3 21 18,23

Précipitation moyenne annuelle et nombre du jour de pluies pendant les 9 années

Année 1997 1998 1999 2000 2001 2002 2003 2004 2005 Moyenne Précipitation moyenne annuelle (mm) 1589,8 2038,7 2737,5 3756,2 2800,4 3736,1 3247,5 3778,3 2517,3 2911,3 Nombre du jour de pluies (j) 227 235 246 271 241 273 245 272 239 250 Annexe III : Nombre des touristes et des chercheurs de 1991 à 2004 (Source : ANGAP Ranomafana 2005)

Année 1991 1992 1993 1994 1995 1996 1997 1998 1999 2000 2001 2002 2003 2004 Total % Nombre de touriste - - 2 863 3 349 4 435 5 947 7 944 10 712 11 886 13 156 15 445 2 701 11 767 15 329 100 184 Nombre de Nationaux 7 5 15 12 15 20 17 30 82 33 23 50 28 27 364 40,27 Internationaux 11 28 22 26 24 39 36 54 44 53 46 32 54 71 540 59,73 chercheur Total 18 33 27 38 39 59 53 84 126 86 69 82 82 98 904 Annexe IV : Distribution géographique des Aerangis (Rchb.f.) à Madagascar Annexe V : Exemple de base de donnée sur terrain Marquage Date Numero de Coordonée par Altitude Descriptio Description de Genre/ Espèces Fleur Commentaire Fruit Tissu l’échantillon le GPS (m) n du lieu l’habitat ou de l’arbre collecté collecté (Ran) hôte jaune 14/06 238 - 05 S 21˚15´581˝ 895 F175 Tambourissa Polystachia sp Non 3m à partir du sol X E 047˚25´209˝ jaune 14/06 239 - 05 S 21˚15´615˝ 931 F260 Terrestre Liparis sp Non Similaire à L. ponctaculata X E 047˚25´187˝ jaune 14/06 240 05 S 21˚15´619˝ 934 F280 Terrestre Liparis sp Non “marbrae” _ X E 047˚25´180˝ jaune 14/06 241 - 05 S 21˚15´619˝ 934 F290 “Maka” ?Micocoelia Non 50cm à partir du sol X E 047˚25´180˝ jaune 14/06 242 -05 S 21˚15´626˝ 837 Research Psydium cattleyanum ?Neobathia grandidieri Non 70cm à partir du sol X E 047˚25´171˝ cabine jaune 14/06 243 - 05 S 21˚15´626˝ 837 Research “vavamporetaka” Polystachia sp Non 1m60 à partir du sol X E 047˚25´171˝ cabine (violet) jaune 14/06 244 - 05 S 21˚15´626˝ 837 Research Aphloia theaeformis Polystachia sp Non 1m70 X X E 047˚25´171˝ cabine Autre espèces jaune 14/06 245 - 05 S 21˚15´626˝ 837 Research Aphloia theaeformis Polystachia sp Non 1m50 X E 047˚25´171˝ cabine se développe avec 244 et 245 jaune 14/06 246 - 05 S 21˚15´626˝ 837 Research “vavamporetaka” Polystachia sp Non 1m à partir du sol X E 047˚25´171˝ cabine se développe avec 243 et 246 peut être meme caracère génétique jaune 14/06 247 - 05 S 21˚15´626˝ 837 Research Aphloia theaeformis Bilbophyllum sp Non 1m60 _ X E 047˚25´171˝ cabin se développe avec 244 et 245 jaune 14/06 248 - 05 S 21˚15´626˝ 837 Research Aphloia theaeformis Bulbophyllum sp boutton 1m75 X E 047˚25´171˝ cabine jaune 14/06 249 - 05 S 21˚15´626˝ 837 Research Terrestre (lithophyte) Liparis sp Non “marbrae” X E 047˚25´171˝ cabine jaune 14/06 250 - 05 S 21˚15´626˝ 837 Research Terrestre Calanthe sp Non Pas de fruit _ X E 047˚25´171˝ cabine (lithophyte) jaune 14/06 251 - 05 S 21˚15´626˝ 837 Research Arbre mort Aeranthes sp Non Long mais à feuille petite X E 047˚25´171˝ cabine jaune 14/06 252 - 05 S 21˚15´626˝ 837 Research Arbre mort Jumellea sp Non 1m à partir du sol _ X E 047˚25´171˝ cabine jaune 14/06 253 - 05 S 21˚15´626˝ 837 Research Arbre mort ?Bulbophyllum afzelii Non 50 cm à partir du sol _ X E 047˚25´171˝ cabine jaune 14/06 254 - 05 S 21˚15´626˝ 837 Research Arbre mort Jumellea sp Oui 1m50 à partir du sol X E 047˚25´171˝ cabine jaune 14/06 255 - 05 S 21˚15´626˝ 837 Research Arbre mort Jumllea sp Non 1m60 à partir du sol X E 047˚25´171˝ cabine 254 et 255 peuvent être identique Annexe VI : Composition de base d’une réaction de PCR

Composition du mélange Volume utilisé (μl) Concentration finale ddH2O 19.2 solution tampon de 0.5M KCl 2.5 1x MgCl2 1.5 1.5mM dNTP (mM) 0.2 0.80mM ou 0.2mM pour chacun Amorce sens (μM) 0.2 0.16μM ou 4pml/RXN Amorce anti-sens (μM) 0.2 0.16μM ou 4pml/RXN Taq Polymerase 0.2 1 unité ADN matriciel 1 TOTAL 25 Annexe VII : Composition de la solution pour la réaction de séquençage

Composition du mélange Volume utilisé (μl) d2H2O 6,5 Tampon de dilution 2,5 Amorce 0,5 Mélange réactionnel Terminator 1,0 Matrice 0,5 TOTAL 11

Programme du séquençage Phase Température Duré - Nombre du cycle : 24 - Préchauffage 96°C 3 mn - Dénaturation 96°C 45s - Hybridation 50°C 45s Par cycle - Elongation 60°C 3 mn - Elongation finale 4°C infinie

Annexe VIII : Exemple d’alignement de séquence par le logiciel ClustalW Alignement de la séquence complète de Aerangis clavigera : RAN#370.05 à partir de leur petites séquences constitutives générées par ITS5F, 26S25R, ITSANGF et ITSANGR :

Nombre de paire de segment = 12; nombre de séquence possible à aligner = 5 '+' signifie segment “sens”; '-' signifie segment anti-sens complémentaire

Nom de séquence Contenue de chaque séquence à aligner

******************* Contig 1 ********************

RAN370.05.26S25R- RAN370.05.ITSANGR- dans RAN370.05.26S25R- RAN370.05.ITS5F+ RAN370.05.ITSANGF+ dans RAN370.05.ITS5F+

DETAIL DE L’ALIGNEMENT ******************* Contig 1 ******************** . : . : . : . : . : . : RAN370.05.26S25R- TTTTGGAAGAAAAANNGGTAACAAGGTTTCCGTAGGTGAACCTGGGGAAGGNATCATT-T RAN370.05.ITSANGR- GTAACAAGGTTTCCGTAGGTGAACCTGCGGAAGG-ATCATTGT ______Consensus TTTTGGAAGAAAAANNGGTAACAAGGTTTCCGTAGGTGAACCTGCGGAAGGNATCATTGT

. : . : . : . : . : . : RAN370.05.26S25R- CGAGACCGAAANATNT-GAACGANTCAAAGAACCCGTGAAAGAAGCGGCGGCGTTTGCTG RAN370.05.ITSANGR- CGAGACCGAAATATATCGAGCGATTCAGAGAACCCGTGAAAGAAGCGGCGGCGTTTGCTG RAN370.05.ITS5F+ AGAACCCGTGAAAGAAGCGGCGGCGTTTGCTG ______Consensus CGAGACCGAAATATATCGAACGATTCAAAGAACCCGTGAAAGAAGCGGCGGCGTTTGCTG

. : . : . : . : . : . : RAN370.05.26S25R- CTGCGAAACAGCCATCCCAGTCGCTGACTCGCNTCNTTCGGAAGGGGGTCCTTGATGAAG RAN370.05.ITSANGR- CTGCGAAACAGCCATCCCAGTCGCTGACTCGCCTCCTTCGGAGGGNGGTCCTTGATGAAG RAN370.05.ITS5F+ CTGCGAAACAGCCATCCCAGTCGCTGACTCGCCTCCTTCGGAGGGGGGTCCTTGATGAAG ______Consensus CTGCGAAACAGCCATCCCAGTCGCTGACTCGCCTCCTTCGGAGGGGGGTCCTTGATGAAG

. : . : . : . : . : . : RAN370.05.26S25R- GATGGCTGAAACCCCAAACCGACGCAATTCCGCGTCAAGGGAACTAATGAAAAACACGAG RAN370.05.ITSANGR- GATGGCTGAAACCCCAAACCGACGCAATTCCGCGTCAAGGGAACTAATGAAAAACACGAG RAN370.05.ITS5F+ GATGGCTGAAACCCCAAACCGACGCAATTCCGCGTCAAGGGAACTAATGAAAAACACGAG ______Consensus GATGGCTGAAACCCCAAACCGACGCAATTCCGCGTCAAGGGAACTAATGAAAAACACGAG

. : . : . : . : . : . : RAN370.05.26S25R- CCCCGCATTGGGGCTCTGTGGTGTGGAGCGGTGTTGCGCACCGCACGTATTGACACGACT RAN370.05.ITSANGR- CCCCGCATTGGGGCTCTGTGGTGTGGAGCGGTGTTGCGCACCGCACGTATTGACACGACT RAN370.05.ITS5F+ CCCCGCATTGGGGCTCTGTGGTGTGGAGCGGTGTTGCGCACCGCACGTATTGACACGACT ______Consensus CCCCGCATTGGGGCTCTGTGGTGTGGAGCGGTGTTGCGCACCGCACGTATTGACACGACT

. : . : . : . : . : . : RAN370.05.26S25R- CTCGGCAATGGATATCTCGGCTCTCGCATCGATGAAGAGCGCAGCGAAATGCGATACGTG RAN370.05.ITS5F+ CTCGGCAATGGATATCTCGGCTCTCGCATCGATGAAGAGCGCAGCGAAATGCGATACGTG RAN370.05.ITSANGF+ AAGAGCGCAGCGAAATGCGATACGTG ______Consensus CTCGGCAATGGATATCTCGGCTCTCGCATCGATGAAGAGCGCAGCGAAATGCGATACGTG

. : . : . : . : . : . : RAN370.05.26S25R- GTGCGAATTGCAGAATCCCGCGAACCATCGAGTCTTTGAACGCAAGTTGCGCCCGAGGCC RAN370.05.ITS5F+ GTGCGAATTGCAGAATCCCGCGAACCATCGAGTCTTTGAACGCAAGTTGCGCCCGAGGCC RAN370.05.ITSANGF+ GTGCGAATTGCAGAATCCCGCGAACCATCGAGTCTTTGAACGCAAGTTGCGCCCGAGGCC ______Consensus GTGCGAATTGCAGAATCCCGCGAACCATCGAGTCTTTGAACGCAAGTTGCGCCCGAGGCC

. : . : . : . : . : . : RAN370.05.26S25R- AACCGGCCGAGGGCACGTCCGCCTGGGCGTCAAGCATTGCGTCGCTCCGCGTCGAGTCCT RAN370.05.ITS5F+ AACCGGCCGAGGGCACGTCCGCCTGGGCGTCAAGCATTGCGTCGCTCCGCGTCGAGTCCT RAN370.05.ITSANGF+ AACCGGCCGAGGGCACGTCCGCCTGGGCGTCAAGCATTGCGTCGCTCCGCGTCGAGTCCT ______Consensus AACCGGCCGAGGGCACGTCCGCCTGGGCGTCAAGCATTGCGTCGCTCCGCGTCGAGTCCT

. : . : . : . : . : . : RAN370.05.26S25R- ATCCCACGAGTGTGGGTGATGGCCGAAGCTCGGATGTGCAGAGTGGCCCGTCGTGCCCAT RAN370.05.ITS5F+ ATCCCACGAGTGTGGGTGATGGCCGAAGCTCGGATGTGCAGAGTGGCCCGTCGTGCCCAT RAN370.05.ITSANGF+ ATCCCACGAGTGTGGGTGATGGCCGAAGCTCGGATGTGCAGAGTGGCCCGTCGTGCCCAT ______Consensus ATCCCACGAGTGTGGGTGATGGCCGAAGCTCGGATGTGCAGAGTGGCCCGTCGTGCCCAT

. : . : . : . : . : . : RAN370.05.26S25R- CGGTGCGTCGGGCTTAAGAGCGGGTTATCGTCTCGATGGCCACAGACAACGAGGGG-TGG RAN370.05.ITS5F+ CGGTGCGTCGGGCTTAAGAGCGGGTTATCGTCTCGTAGGCCACAGACAACGAGGGGGTGG RAN370.05.ITSANGF+ CGGTGCGTCGGGCTTAAGAGCGGGTTATCGTCTCGATGGCCACAGACAACGAGGGG-TGG ______Consensus CGGTGCGTCGGGCTTAAGAGCGGGTTATCGTCTCGATGGCCACAGACAACGAGGGG-TGG

. : . : . : . : . : . : RAN370.05.26S25R- ATGAAAGCTACGTCGTTGTCTCGTGTTGGCCCGAGAGAAGATTATACCCTGCGTGTGATC RAN370.05.ITS5F+ ATGAAAGCTACGTCGTTGTCTCGTGTTGGCCCGAGAGAAAAT-ATACCCTGCGTGTGATC RAN370.05.ITSANGF+ ATGAAAGCTACGTCGTTGTCTCGTGTTGGCCCGAGAGAAGATTATACCCTGCGTGTGATC ______Consensus ATGAAAGCTACGTCGTTGTCTCGTGTTGGCCCGAGAGAAGATTATACCCTGCGTGTGATC

. : . : . : . : . : . : RAN370.05.26S25R- CCATNCCATGCGTCGACCCATGCGGGNCGGTGG RAN370.05.ITS5F+ CCATNC-ATGCGTCGACCCATGCGGGGCGGTGGCTTGGAATGCGACCCC-GGATGGGCGA RAN370.05.ITSANGF+ CCATNC-ATGCGTCGACCCATGCGGGGCGGTGGCTTGGAATGCGACCCCAGGATGGGCGA ______Consensus CCATNC-ATGCGTCGACCCATGCGGGGCGGTGGCTTGGAATGCGACCCCAGGATGGGCGA

. : . : . : . : . : . : RAN370.05.ITS5F+ AACCNCCCGCTGAGTTTAACATAAA RAN370.05.ITSANGF+ GACCACCCGCTGAGTTTAA ______Consensus AACCACCCGCTGAGTTTAACATAAA Annexe IX : Comparaison d’un exemple de séquence obtenue sur Aerangis macrocentra RAN#482.05 par les bases de données NCBI

Référence: Altschul, Stephen F., Thomas L. Madden, Alejandro A. Schäffer, Jinghui Zhang, Zheng Zhang, Webb Miller, et David J. Lipman (1997), "Gapped BLAST and PSI-BLAST: la nouvelle génération du programme de recherche des bases de données des protéines, Acide nucléique Res. 25:3389-3402.

RID: 1166783689-32737-150184228909.BLASTQ1

Base de données: toutes la banque de gène + séquences de EMBL+DDBJ+PDB (mais pas EST, STS, GSS, échantillon environnementale ou phase 0, 1 ou 2 séquences HTGS) Séquences 4, 697, 426; lettres total 18, 775, 315, 085

Requête= Contig1ran482 Longueur=751 >gb|DQ091601.1| Aerangis macrocentra voucher Kew 779 (K) gène 18S d’ARN ribosomal, séquence partielle, et espace transcrit interne 1 (ITS1), gène 5.8S d’ARN ribosomal, et espace transcrit interne 2(ITS2), séquence complète Longueur=643

Score = 1179 bits (595), Expection = 0.0 Identiques = 639/644 (99%), Troues = 2/644 (0%) Brin=Plus/Moins

Requête 72 GTATGGGTCGGCGCATGGATGGGATCACACGCAGGGTATAATCTTCTCTCGGGCCAGCAC 131 ||||||||| |||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||| ||| Sujet 642 GTATGGGTCAGCGCATGGATGGGATCACACGCAGGGTATAATCTTCTCTCGGGCCAACAC 583

Requête 132 GAGACAACGACGTAGCTTTCATCCACCCCTCGTTGTCCGTGGCCATCGAGACGATAACCC 191 |||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||| Sujet 582 GAGACAACGACGTAGCTTTCATCCACCCCTCGTTGTCCGTGGCCATCGAGACGATAACCC 523

Requête 192 GCTCTTCAACCCGACGCACCGATGGGCACGACGGGCCACTCTGCACATCCGAGCCTCGGC 251 |||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||| Sujet 522 GCTCTTCAACCCGACGCACCGATGGGCACGACGGGCCACTCTGCACATCCGAGCCTCGGC 463

Requête 252 CTTCACCCCAACTCGTGGGATAGGACTCGACGCGGAGCGACGCAACGCTTGACGCCCAGG 311 |||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||| Sujet 462 CTTCACCCCAACTCGTGGGATAGGACTCGACGCGGAGCGACGCAACGCTTGACGCCCAGG 403

Requête 312 CGGACGTGCCCTCAGCCGGTTGGCCTCGGGCGCAACTTGCGTTCAAAGACTCGATGGTTC 371 |||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||| Sujet 402 CGGACGTGCCCTCAGCCGGTTGGCCTCGGGCGCAACTTGCGTTCAAAGACTCGATGGTTC 343

Requête 372 GCGGGATTCTGCAATTCGCACCACGTATCGCATTTCGCTGCGCTCTTCATCGATGCGAGA 431 |||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||| Sujet 342 GCGGGATTCTGCAATTCGCACCACGTATCGCATTTCGCTGCGCTCTTCATCGATGCGAGA 283

Requête 432 GCCGAGATATCCATTGCCGAGAGTCGTGTCAATACGTGCGGTGCGCAACACCGCTCCACA 491 |||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||| ||| Sujet 282 GCCGAGATATCCATTGCCGAGAGTCGTGTCAATACGTGCGGTGCGCAACACCGCTCTACA 223 Requête 492 CCACAGAGCCCCGATGCGGGGCTCGTGTTTTTCATTAGTTCCCTTGACGCGGAATTGCGC 551 |||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||| Sujet 222 CCACAGAGCCCCGATGCGGGGCTCGTGTTTTTCATTAGTTCCCTTGACGCGGAATTGCGC 163

Requête 552 CGGTTTGGGGTTTTAGCCATCCTTCATCACGGAcccccccTCCGAAGGAGGCGAGGCGGC 611 |||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||| Sujet 162 CGGTTTGGGGTTTTAGCCATCCTTCATCACGGACCCCCCCTCCGAAGGAGGCGAGGCGGC 103

Requête 612 AACTGGGATGGCTGTTTCGCAGCAGCGAACGCCGCCGCTTCTTTCACGGGTTGCTCTGAA 671 |||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||| ||||||| Sujet 102 AACTGGGATGGCTGTTTCGCAGCAGCGAACGCCGCCGCTTCTTTCACGGGTT-CTCTGAA 44

Requête 672 TCGCTCGGATATATTTCGGTCTCGACAATGATCCTTCCGCAGGT 715 |||||| ||||||||||||||||||||||||||||||||||||| Sujet 43 TCGCTC-GATATATTTCGGTCTCGACAATGATCCTTCCGCAGGT 1 Annexe X : Etat phénologique des Orchidées recensées dans les placeaux en mai et en août 2005 Genre et espèce Mai Août En fleur En fruit Végétatif En fleur En fruit Végétatif Aerangis citrata Schltr. + + + + Aerangis clavigera H.Perr. + + + Aerangis fastuosa Schltr. + + Aerangis macrocentra Schltr. + + + Aerangis modesta Schltr. + + Aeranthes arachnites Lindl. + Aeranthes caudata Rolfe + Aeranthes gracilis Schltr. + Aeranthes grandiflora Lindl. + + + Aeranthes nidus Schltr. + + + + Aeranthes perrieri Schltr. + + + + Aeranthes ramosa Rolfe + Aeranthes sp. + Angraecum calceolus Th. + + Angraecum compactum Schltr. + + Angraecum danguyanum H.Perr. + + Angraecum elephantinum Schltr. + Angraecum faciolus + Angraecum germynianum Hook. + Angraecum madagascariense Schltr. + + + + Angraecum mauritianum Frappier + + + Angraecum obessum H.Perr. + Angraecum scottianum Rchb.f. + Angraecum viguieri Schltr. + Angraecum sp. + Beclardia macrostachya A.Rich. + Bulbophyllum afzelii Schltr. + + + Bulbophyllum anguistifolium Lindl. + + + Bulbophyllum auriflorum H.Perr. + Bulbophyllum baronii Ridl. + + Bulbophyllum calyptropus Schltr. + Bulbophyllum compactum Kranzl. + Bulbophyllum coriophorum Ridl. + Bulbophyllum nitens Jum. et Perr. + + Bulbophyllum occlusum Ridl. + + Bulbophyllum occultum Th. + + Bulbophyllum protectum H.Perr. + + Annexe X : Etat phénologique des orchidées recensées dans les placeaux en mai et août 2005 Genre et espèce Mai Août En fleur En fruit Végétatif En fleur En fruit végétatif Bulbophyllum rauhi Toil. +

Bulbophyllum sp1 + +

Bulbophyllum sp2 +

Bulbophyllum sp3 + + Calanthe madagascariensis Rolfe + Calanthe sp. + Cheirostylis gymnochiloides Rchb.f. + Cynorkis boinana Schltr. + Cynorkis ridleyi Dur. et Schinz. + Cynorkis villosa Rolfe + +

Cynorkis sp1 +

Cynorkis sp2 + Jumellea confusa Schltr. + + + + Jumellea gladiator Schltr. + + Jumellea intricata H.Perr. + + Jumellea major Schltr. + Lemurella culicifera Schltr. + + + Lemurella papillosa Bosser + Lemurella virescens H.Perr. + +

Liparis sp1. + + + + Liparis poncticulata Ridl. + + +

Liparis sp2. + + + Microcoelia gilpinae Summerh + + Microcoelia macrantha Summerh + + Neobatheae perrieri Schltr. + Oberonia disticha Schltr. + + + Oeonia rosea Ridl. + + + Oeoniella polystachys (Thouars) Schltr. + Polystachya cultriformis (Thou.) Spreng. + + Polystachya mauritiana Sprengel + + + Polystachya rhodochila Schltr. + + Polystachya rosea Rydley + Polystachya sp. var cultriformis + + Satyrium perrieri Schltr. + Inconnu 1 + Inconnu 2 + TOTAL 11 26 66 - - 33 Annexe XI : Liste des plantes hôtes des Orchidées épiphytes recensées N° Famille Genre Espèce Auteurs Nom vernaculaire 01 Mycronychia macrophylla H. Perr. Sehanankazo ANACARDIACEAE 02 Protorhus sericea Engler Sandramy 03 ANNONACEAE Monanthotaxis sp. Vahimainty 04 Polyathia humertii Gay&Keraud Hafotra 05 APHLOIACEAE Aphloia theaeformis (Vahl) Bennet&R.Br. Fandramanana 06 ASTERACEAE Brachylaena merana (Baker) Humbert Merana 07 BURSERACEAE Canarium madagascariense Engler Ramy 08 Harongana madagascariensis Choisy Harongana CLUSIACEAE 09 Symphonia clusoides Baker Kimba 10 Weinmannia bojeriana Tulasne Maka 11 CUNONIACEAE Weinmannia rhodoxylon Tulasne Lalona 12 Weinmannia rutembergii Engler Lalonabe 13 CYATHEACEAE Cyathea arborescens Copll. Faho 14 EBENACEAE Diospyros gracilipes Hierm Hazomainty 15 Aleurite moluccana Wild. Bakoly 16 EUPHORBIACEAE Macaranga myriolepidae Baker Karambitona 17 Phyllanthus fusco-luridis Mueller d’Argovie Mantsira 18 Albizzia gummifera (J.F.Gmelin) G.A.Smith Volomborona 19 FABACEAE Calliandra alternans Bentham Ambilazona 20 Dalbergia orientalis Bosser&R.Rabev. Voamboana 21 Ocotea laevis Kostermans Varongy madidravina 22 Ocotea longipes Kostermans Varongy LAURACEAE 23 Cryptocarya ovalifolia Danguy Tavolorano 24 Cryptocarya sp. Tavolo 25 LILIACEAE Dracaena xiphophylla Baker Hasina 26 Anthocleista madagascariensis Baker Lendemy 27 LOGANIACEAE Nuxia capitata Baker Lambinana tenany 28 Nuxia sphaerocephala Baker Lambinana 29 MELIACEAE Astrotrichilia parvifolia J.F.Leroy Tavia 30 MENISPERMACEAE Burasaia madagascariensis (Baillon) Diels Amborasaha 31 MONIMIACEAE Tambourissa perrieri Drake Ambora 32 Ficus politoria Lam. Famakilela 33 Ficus polyphleiba Baker Voararano 34 MORACEAE Ficus tricophlebi Baker Voara 35 Streblus dimepate (Bureau) Cc.Bery Mahanoro 36 Teculia africana Ampaliala 37 MYRSINACEAE Embelia concinna Baker Sira

Annexe XI : Liste des plantes hôtes des Orchidées épiphytes recensées (Suite) N° Famille Genre Espèce Auteurs Nom vernaculaire 38 Eugenia bernieri Ex; Drake Rotra 39 Eugenia emirnense Baker Rotra fotsy madindravina 40 MYRTACEAE Eugenia sp. Rotra fotsy 41 Psidium cattleyanum Sabine Goavitsinahy 42 Syzygium emirnense H.Perr. Rotra mena 43 PANDANACEAE Pandanus accanthostylus Hartelli Vakôna 44 POACEAE Cathariostachys madagascariensis (A. Camus) S. Dransfield Volo 45 Chassalia ternifolia Brem. Voanananala RUBIACEAE 46 Mussaenda vestita Baker Fatora 47 RUTACEAE Zanthoxylum madagascariense Baker Fahavalonkazo 48 Allophylus cobbe Raeusch Dikana 49 Neotina isoneura (Radlkofer) Capuron Lanary 50 Plagiocyphus jumellei (Choux) Capuron Lanary mainty SAPINDACEAE 51 Plagiocyphus louvelii Danguy&Choux Lanary madindravina 52 Polyscias tripina O.Hoffmn Vantsilana 53 Tina striata Radlkofer Hazomby 54 Vahy AUTRES 55 Arbre mort Annexe XII : Nombre d’individu de chaque espèce d’Orchidée recensée sur chaque plante hôte ambilazona ambora amborasaha ampaliala bakoly dikana fahavalonkazo faho Espèces N Fr (%) N Fr (%) N Fr (%) N Fr (%) N Fr (%) N Fr (%) N Fr (%) N Fr (%) Aerangis citrata Schltr. 8 1,72 165 35,56 Aerangis clavigera H.Perr 19 23,17 4 4,88 Aerangis fastuosa Schltr. 1 2,38 Aerangis macrocentra Schltr. 29 67,57 Aerangis modesta Schltr Aeranthes arachnites Lindl. 1 4,55 Aeranthes caudata Rolfe. 2 1,54 1 0,77 Aeranthes gracilis Schltr. 6 13,64 Aeranthes grandiflora Lindl. 1 2,27 Aeranthes nidus Schltr. 3 100 Aeranthes perrieri Schltr. 44 83,02 Aeranthes ramosa Rolfe. Aeranthes sp. 6 46,15 13 92,86 Angraecum calceolus Th. Angraecum compactum Schltr. Angraecum danguyanum H.Perr. Angraecum elephantinum Schltr Angraecum falcifolium Angraecum germynianum Hook. Angraecum madagascariense Schltr. 10 4,38 Angraecum mauritianum Frappier. 15 12,30 5 4,10 43 35,25 Angraecum obessum H.Perr Angraecum scottianum Rchb.f. Angraecum viguieri Schltr. Angraecum sp. 16 0,13 Beclardia macrostahya A. Rich. Bulbophyllum afzelii Schltr. Bulbophyllum angustifolium Lindl. Bulbophyllum auriflorum H.Perr. 2 0,85 16 6,81 139 59,16 Bulbophyllum baronii Ridl. 101 50,57 Bulbophyllum calyptropus Schltr. Bulbophyllum compactum Kraenzl. Bulbophyllum coriophorum Ridl. Support Bulbophyllum nitens Jum.et Perr. Espèce Nombre17 20,24 d’individus Bulbophyllum occlusum Ridl. 6 7,79 35 45,45 Fréquence (%) Bulbophyllum occultum Th. 6 12,76 Bulbophyllum protectum H.Perr. 1 0,60 Annexe XII : Nombre d’individu de chaque espèce d’Orchidée recensée sur chaque plante hôte (Suite) famakilela fandramanana fatora goavitsinahy harongana hasina hazomainty hazomby Espèces N Fr (%) N Fr (%) N Fr (%) N Fr (%) N Fr (%) N Fr (%) N Fr (%) N Fr (%) Aerangis citrata Schltr. 12 2,59 Aerangis clavigera H.Perr 6 7,32 1 1,22 1 1,22 Aerangis fastuosa Schltr. Aerangis macrocentra Schltr. Aerangis modesta Schltr Aeranthes arachnites Lindl. Aeranthes caudata Rolfe. Aeranthes gracilis Schltr. 7 5,38 Aeranthes grandiflora Lindl. 29 65,91 Aeranthes nidus Schltr. Aeranthes perrieri Schltr. 2 3,77 Aeranthes ramosa Rolfe. Aeranthes sp. Angraecum calceolus Th. Angraecum compactum Schltr. Angraecum danguyanum H.Perr. Angraecum elephantinum Schltr Angraecum falcifolium Angraecum germynianum Hook. Angraecum madagascariense Schltr. Angraecum mauritianum Frappier. Angraecum obessum H.Perr Angraecum scottianum Rchb.f. Angraecum viguieri Schltr. Angraecum sp. 1 0,63 Beclardia macrostahya A. Rich. Bulbophyllum afzelii Schltr. Bulbophyllum angustifolium Lindl. Bulbophyllum auriflorum H.Perr. Bulbophyllum baronii Ridl. Bulbophyllum calyptropus Schltr. Bulbophyllum compactum Kraenzl. Bulbophyllum coriophorum Ridl. Support Bulbophyllum nitens Jum.et Perr. 6 7,14 Espèce Nombre d’individus Bulbophyllum occlusum Ridl. Fréquence (%) Bulbophyllum occultum Th. Bulbophyllum protectum H.Perr. Annexe XII : Nombre d’individu de chaque espèce d’Orchidée recensée sur chaque plante hôte (Suite) hafotra karambitona kimba lalona lalonabe lambinana lambinana tenany lanary Espèces N Fr (%) N Fr (%) N Fr (%) N Fr (%) N Fr (%) N Fr (%) N Fr (%) N Fr (%) Aerangis citrata Schltr. 1 0,22 Aerangis clavigera H.Perr Aerangis fastuosa Schltr. Aerangis macrocentra Schltr. 12 70,59 Aerangis modesta Schltr 1 2,70 Aeranthes arachnites Lindl. Aeranthes caudata Rolfe. 1 4,55 Aeranthes gracilis Schltr. Aeranthes grandiflora Lindl. Aeranthes nidus Schltr. 13 28,89 8 17,78 Aeranthes perrieri Schltr. 18 40 Aeranthes ramosa Rolfe. Aeranthes sp. Angraecum calceolus Th. Angraecum compactum Schltr. Angraecum danguyanum H.Perr. Angraecum elephantinum Schltr Angraecum falcifolium Angraecum germynianum Hook. Angraecum madagascariense Schltr. 50 21,92 Angraecum mauritianum Frappier. 66 54,10 Angraecum obessum H.Perr Angraecum scottianum Rchb.f. Angraecum viguieri Schltr. Angraecum sp. 12 7,59 Beclardia macrostahya A. Rich. Bulbophyllum afzelii Schltr. Bulbophyllum angustifolium Lindl. Bulbophyllum auriflorum H.Perr. 6 2,55 1 0,42 Bulbophyllum baronii Ridl. 30 15,08 Bulbophyllum calyptropus Schltr. Bulbophyllum compactum Kraenzl. Bulbophyllum coriophorum Ridl. 76 51,35 4 2,70 Support Bulbophyllum nitens Jum.et Perr. 30 35,71 Espèce Nombre d’individus Bulbophyllum occlusum Ridl. Fréquence (%) Bulbophyllum occultum Th. 5 10,64 1 2,13 Bulbophyllum protectum H.Perr. Annexe XII : Nombre d’individu de chaque espèce d’Orchidée recensée sur chaque plante hôte (Suite) lanary madindravina lanary mainty lendemy mahanoro maka mantsira merana ramy Espèces N Fr (%) N Fr (%) N Fr (%) N Fr (%) N Fr (%) N Fr (%) N Fr (%) N Fr (%) Aerangis citrata Schltr. 1 0,22 Aerangis clavigera H.Perr 2 2,44 5 14,63 Aerangis fastuosa Schltr. 18 42,86 Aerangis macrocentra Schltr. Aerangis modesta Schltr 1 2,70 2 5,41 Aeranthes arachnites Lindl. Aeranthes caudata Rolfe. Aeranthes gracilis Schltr. Aeranthes grandiflora Lindl. Aeranthes nidus Schltr. Aeranthes perrieri Schltr. 2 3,77 Aeranthes ramosa Rolfe. Aeranthes sp. Angraecum calceolus Th. Angraecum compactum Schltr. 1 20 3 60 Angraecum danguyanum H.Perr. Angraecum elephantinum Schltr 5 100 Angraecum falcifolium Angraecum germynianum Hook. 9 45 Angraecum madagascariense Schltr. 1 0,43 7 3,07 Angraecum mauritianum Frappier. Angraecum obessum H.Perr 1 25 Angraecum scottianum Rchb.f. Angraecum viguieri Schltr. 1 50 Angraecum sp. 5 3,16 100 63,29 Beclardia macrostahya A. Rich. Bulbophyllum afzelii Schltr. 3000 52,58 206 3,61 Bulbophyllum angustifolium Lindl. 1 1,75 Bulbophyllum auriflorum H.Perr. 13 5,53 Bulbophyllum baronii Ridl. 1 0,50 Bulbophyllum calyptropus Schltr. Bulbophyllum compactum Kraenzl. Bulbophyllum coriophorum Ridl. 203 13,51 Support Bulbophyllum nitens Jum.et Perr. 18 21,43 Espèce Nombre d’individus Bulbophyllum occlusum Ridl. 1 1,30 17 22,08 Fréquence (%) Bulbophyllum occultum Th. 2 4,25 Bulbophyllum protectum H.Perr. 1 0,60 Annexe XII : Nombre d’individu de chaque espèce d’Orchidée recensée sur chaque plante hôte (Suite) rotra rotra fotsy rotra fotsy madinidravina rotra mena sandramy sehanankazo sira tavia Espèces N Fr (%) N Fr (%) N Fr (%) N Fr (%) N Fr (%) N Fr (%) N Fr (%) N Fr (%) Aerangis citrata Schltr. 7 1,51 Aerangis clavigera H.Perr 3 3,66 Aerangis fastuosa Schltr. 3 7,14 Aerangis macrocentra Schltr. 1 5,80 Aerangis modesta Schltr 4 10,81 Aeranthes arachnites Lindl. 1 50 Aeranthes caudata Rolfe. 1 4,55 Aeranthes gracilis Schltr. Aeranthes grandiflora Lindl. 1 2,27 1 2,27 Aeranthes nidus Schltr. 3 6,67 Aeranthes perrieri Schltr. 1 1,88 Aeranthes ramosa Rolfe. Aeranthes sp. Angraecum calceolus Th. 7 53,25 Angraecum compactum Schltr. Angraecum danguyanum H.Perr. Angraecum elephantinum Schltr Angraecum falcifolium Angraecum germynianum Hook. 2 10 Angraecum madagascariense Schltr. 78 34,21 Angraecum mauritianum Frappier. 25 20,49 16 13,11 Angraecum obessum H.Perr 3 75 Angraecum scottianum Rchb.f. 7 105 Angraecum viguieri Schltr. Angraecum sp. 14 8,85 Beclardia macrostahya A. Rich. 1 100 Bulbophyllum afzelii Schltr. 2500 43,81 Bulbophyllum angustifolium Lindl. Bulbophyllum auriflorum H.Perr. 8 3,40 Bulbophyllum baronii Ridl. 36 18,09 Bulbophyllum calyptropus Schltr. Bulbophyllum compactum Kraenzl. Bulbophyllum coriophorum Ridl. 47 3,74 1 0,68 Support Bulbophyllum nitens Jum.et Perr. 2 2,38 4 4,76 Espèce Nombre d’individus Bulbophyllum occlusum Ridl. 12 15,58 Fréquence (%) Bulbophyllum occultum Th. 1 2,3 4 8,51 Bulbophyllum protectum H.Perr. Annexe XII : Nombre d’individu de chaque espèce d’Orchidée recensée sur chaque plante hôte (Suite) tavolo tavolorano vahimainty vakôna vantsilana varongy varongy madidravina voamboana Espèces N Fr (%) N Fr (%) N Fr (%) N Fr (%) N Fr (%) N Fr (%) N Fr (%) N Fr (%) Aerangis citrata Schltr. 178 38,36 2 0,43 7 1,71 Aerangis clavigera H.Perr 12 14,63 2 2,41 1 1,22 Aerangis fastuosa Schltr. 5 11,90 1 2,38 Aerangis macrocentra Schltr. 4 23,53 Aerangis modesta Schltr 1 8,70 Aeranthes arachnites Lindl. 1 50 Aeranthes caudata Rolfe. 17 77,27 Aeranthes gracilis Schltr. Aeranthes grandiflora Lindl. 1 2,27 Aeranthes nidus Schltr. 3 6,67 Aeranthes perrieri Schltr. 1 1,89 1 1,89 Aeranthes ramosa Rolfe. Aeranthes sp. 1 7,14 Angraecum calceolus Th. Angraecum compactum Schltr. Angraecum danguyanum H.Perr. Angraecum elephantinum Schltr Angraecum falcifolium 5 100 Angraecum germynianum Hook. Angraecum madagascariense Schltr. 11 4,82 1 0,43 Angraecum mauritianum Frappier. 34 27,87 Angraecum obessum H.Perr Angraecum scottianum Rchb.f. Angraecum viguieri Schltr. Angraecum sp. 5 3,16 Beclardia macrostahya A. Rich. Bulbophyllum afzelii Schltr. Bulbophyllum angustifolium Lindl. 1 1,75 Bulbophyllum auriflorum H.Perr. 9 3,83 28 11,91 Bulbophyllum baronii Ridl. 6 3,02 25 12,56 Bulbophyllum calyptropus Schltr. Bulbophyllum compactum Kraenzl. Bulbophyllum coriophorum Ridl. Support Bulbophyllum nitens Jum.et Perr. Espèce Nombre d’individus Bulbophyllum occlusum Ridl. 2 2,60 Fréquence (%) Bulbophyllum occultum Th. 3 6,38 Bulbophyllum protectum H.Perr. 1 0,60 Annexe XII : Nombre d’individu de chaque espèce d’Orchidée recensée sur chaque plante hôte (Suite) voanananala voara voararano volo volomborona liane Arbre mort terrestre Espèces N Fr (%) N Fr (%) N Fr (%) N Fr (%) N Fr (%) N Fr (%) N Fr (%) N Fr (%) Aerangis citrata Schltr. 23 4,96 56 12,02 4 0,86 Aerangis clavigera H.Perr 24 89,27 2 2,44 Aerangis fastuosa Schltr. Aerangis macrocentra Schltr. 14 33,33 Aerangis modesta Schltr 3 8,11 Aeranthes arachnites Lindl. Aeranthes caudata Rolfe. 1 4,55 Aeranthes gracilis Schltr. 17 13,08 101 7,70 3 2,31 Aeranthes grandiflora Lindl. 1 2,27 1 2,27 2 4,55 1 2,27 Aeranthes nidus Schltr. Aeranthes perrieri Schltr. 4 7,55 Aeranthes ramosa Rolfe. Aeranthes sp. Angraecum calceolus Th. Angraecum compactum Schltr. Angraecum danguyanum H.Perr. 2 4,12 Angraecum elephantinum Schltr Angraecum falcifolium Angraecum germynianum Hook. 9 45 Angraecum madagascariense Schltr. 13 5,70 2 0,88 46 20,18 8 3,51 Angraecum mauritianum Frappier. 1 0,82 Angraecum obessum H.Perr Angraecum scottianum Rchb.f. Angraecum viguieri Schltr. 1 50 Angraecum sp. 5 3,16 Beclardia macrostahya A. Rich. Bulbophyllum afzelii Schltr. 160 0,38 1000 2,35 Bulbophyllum angustifolium Lindl. 4 7,02 33 57,89 18 31,58 Bulbophyllum auriflorum H.Perr. 6 2,55 1 0,43 2 0,85 Bulbophyllum baronii Ridl. Bulbophyllum calyptropus Schltr. 68 100 Bulbophyllum compactum Kraenzl. 5 100 Bulbophyllum coriophorum Ridl. Support Bulbophyllum nitens Jum.et Perr. 2 2,38 Espèce Nombre d’individus Bulbophyllum occlusum Ridl. 11 14,29 3 3,90 Fréquence (%) Bulbophyllum occultum Th. 21 51,06 1 2,13 Bulbophyllum protectum H.Perr. 61 37,85 95 57,23 7 4,22 Annexe XII : Nombre d’individu de chaque espèce d’Orchidée recensée sur chaque plante hôte (Suite) ambilazona ambora amborasaha ampaliala bakoly dikana fahavalonkazo faho Espèces N Fr (%) N Fr (%) N Fr (%) N Fr (%) N Fr (%) N Fr (%) N Fr (%) N Fr (%) Bulbophyllum rauhii Toill. 11 11,46

Bulbophyllum sp1 110 9,22 1 0,08

Bulbophyllum sp2

Bulbophyllum sp3 Calanthe madagascariensis Rolfe. Calanthe sp. Cheirostylis gymnochiloides Rchb.f. Cynorkis boinana Schltr. 13 81,25 Cynorkis ridleyi Dur. Et Schinz Cynorkis villosa Rolfe. 7 14

Cynorkis sp1

Cynorkis sp2 Jumellea confusa Schltr. 13 13,40 Jumellea gladiator Schltr. Jumellea intricata H.Perr. 7 17,5 Jumellea major Schltr. Lemurella culicifera (Rchb.f.) H.Perr 11 5,85 6 3,18 1 0,53 Lemurella papillosa Bosser Lemurella virescens H.Perr 10 17,86 Liparis poncticulata Ridl.

Liparis sp1

Liparis sp2 13 4,94 Microcoelia gilpinae Summerh Microcoelia macrantha Summerh Neobatheae perrieri Schltr. Oberonia disticha Schltr. 1 4,35 Oeonia rosea Ridl. 1 1,67 1 1,67 Oeoniella polystachys (Thouars) Schltr. 1 100 Polystachya cultriformis (Thou.) Spreng 1 1,17 1 1,71 Polystachya mauritiana Sprengel 2 5,13 Polystachya rhodochila Schltr. Polystachya rosea Ridley Polystachya sp. var cultriformis 11 61,11 Satyrium perrieri Schltr. Inconnu 1 Inconnu 2 (sans feuille) TOTAL 14 0,30 272 5,77 11 0,23 10 0,21 19 0,40 174 3,3 11 0,23 62 1,32 Annexe XII : Nombre d’individu de chaque espèce d’Orchidée recensée sur chaque plante hôte (Suite) famakilela fandramanana fatora goavitsinahy harongana hasina hazomainty hazomby Espèces N Fr (%) N Fr (%) N Fr (%) N Fr (%) N Fr (%) N Fr (%) N Fr (%) N Fr (%) Bulbophyllum rauhii Toill.

Bulbophyllum sp1 25 2,10 5 0,40 14 1,17

Bulbophyllum sp2

Bulbophyllum sp3 Calanthe madagascariensis Rolfe. Calanthe sp. Cheirostylis gymnochiloides Rchb.f. Cynorkis boinana Schltr. Cynorkis ridleyi Dur. Et Schinz Cynorkis villosa Rolfe.

Cynorkis sp1

Cynorkis sp2 Jumellea confusa Schltr. 1 1,03 Jumellea gladiator Schltr. 4 40 Jumellea intricata H.Perr. Jumellea major Schltr. Lemurella culicifera (Rchb.f.) H.Perr 2 1,06 Lemurella papillosa Bosser Lemurella virescens H.Perr Liparis poncticulata Ridl.

Liparis sp1

Liparis sp2 Microcoelia gilpinae Summerh 1 50 Microcoelia macrantha Summerh Neobatheae perrieri Schltr. 15 100 Oberonia disticha Schltr. Oeonia rosea Ridl. 52 86,67 Oeoniella polystachys (Thouars) Schltr. Polystachya cultriformis (Thou.) Spreng 68 80 1 1,17 Polystachya mauritiana Sprengel Polystachya rhodochila Schltr. Polystachya rosea Ridley Polystachya sp. var cultriformis Satyrium perrieri Schltr. Inconnu 1 Inconnu 2 (sans feuille) TOTAL 7 0,15 52 1,10 7 0,15 6 0,13 1 0,02 25 0,53 7 0,15 14 0,30 Annexe XII : Nombre d’individu de chaque espèce d’Orchidée recensée sur chaque plante hôte (Suite) hafotra karambitona kimba lalona lalonabe lambinana lambinana tenany lanary Espèces N Fr (%) N Fr (%) N Fr (%) N Fr (%) N Fr (%) N Fr (%) N Fr (%) N Fr (%) Bulbophyllum rauhii Toill. 37 38,54 6 6,25

Bulbophyllum sp1 4 0,42 1 0,08 483 40,49 1 0,08

Bulbophyllum sp2

Bulbophyllum sp3 Calanthe madagascariensis Rolfe. Calanthe sp. Cheirostylis gymnochiloides Rchb.f. Cynorkis boinana Schltr. Cynorkis ridleyi Dur. Et Schinz Cynorkis villosa Rolfe.

Cynorkis sp1

Cynorkis sp2 Jumellea confusa Schltr. 1 1,03 5 5,15 Jumellea gladiator Schltr. Jumellea intricata H.Perr. Jumellea major Schltr. Lemurella culicifera (Rchb.f.) H.Perr 1 0,53 1 0,53 2 1,06 Lemurella papillosa Bosser Lemurella virescens H.Perr Liparis poncticulata Ridl.

Liparis sp1

Liparis sp2 Microcoelia gilpinae Summerh Microcoelia macrantha Summerh Neobatheae perrieri Schltr. Oberonia disticha Schltr. 27 33,33 Oeonia rosea Ridl. Oeoniella polystachys (Thouars) Schltr. 19 42,22 Polystachya cultriformis (Thou.) Spreng Polystachya mauritiana Sprengel Polystachya rhodochila Schltr. Polystachya rosea Ridley Polystachya sp. var cultriformis Satyrium perrieri Schltr. Inconnu 1 Inconnu 2 (sans feuille) TOTAL 18 0,38 1 0,02 267 5,66 102 2,16 7 0,15 3 0,06 1 0,02 40 0,85 Annexe XII : Nombre d’individu de chaque espèce d’Orchidée recensée sur chaque plante hôte (Suite) lanary madindravina lanary mainty lendemy mahanoro maka mantsira merana ramy Espèces N Fr (%) N Fr (%) N Fr (%) N Fr (%) N Fr (%) N Fr (%) N Fr (%) N Fr (%) Bulbophyllum rauhii Toill.

Bulbophyllum sp1 2 0,17 12 1,01 147 12,32 1 0,08 12 1,01 10 0,84

Bulbophyllum sp2

Bulbophyllum sp3 Calanthe madagascariensis Rolfe. Calanthe sp. Cheirostylis gymnochiloides Rchb.f. Cynorkis boinana Schltr. Cynorkis ridleyi Dur. Et Schinz 2 4,55 Cynorkis villosa Rolfe.

Cynorkis sp1

Cynorkis sp2 Jumellea confusa Schltr. 65 67,01 Jumellea gladiator Schltr. Jumellea intricata H.Perr. Jumellea major Schltr. Lemurella culicifera (Rchb.f.) H.Perr 18 9,57 Lemurella papillosa Bosser Lemurella virescens H.Perr 12 21,43 Liparis poncticulata Ridl.

Liparis sp1

Liparis sp2 250 15,06 Microcoelia gilpinae Summerh Microcoelia macrantha Summerh 4 100 Neobatheae perrieri Schltr. Oberonia disticha Schltr. Oeonia rosea Ridl. 15 33,33 Oeoniella polystachys (Thouars) Schltr. Polystachya cultriformis (Thou.) Spreng Polystachya mauritiana Sprengel 1 2,56 2 5,13 Polystachya rhodochila Schltr. Polystachya rosea Ridley Polystachya sp. var cultriformis 2 16,67 Satyrium perrieri Schltr. Inconnu 1 Inconnu 2 (sans feuille) TOTAL 4 0,08 15 0,32 2 0,04 18 0,38 375 7,96 1 0,02 126 2,67 10 0,21 Annexe XII : Nombre d’individu de chaque espèce d’Orchidée recensée sur chaque plante hôte (Suite) rotra rotra fotsy rotra fotsy madinidravina rotra mena sandramy sehanankazo sira tavia Espèces N Fr (%) N Fr (%) N Fr (%) N Fr (%) N Fr (%) N Fr (%) N Fr (%) N Fr (%) Bulbophyllum rauhii Toill. 5 5,21 7 7,29

Bulbophyllum sp1 67 5,62 3 0,25

Bulbophyllum sp2

Bulbophyllum sp3 50 98,04 Calanthe madagascariensis Rolfe. Calanthe sp. Cheirostylis gymnochiloides Rchb.f. Cynorkis boinana Schltr. Cynorkis ridleyi Dur. Et Schinz Cynorkis villosa Rolfe.

Cynorkis sp1

Cynorkis sp2 Jumellea confusa Schltr. 3 3,09 Jumellea gladiator Schltr. 5 50 Jumellea intricata H.Perr. 5 12,5 Jumellea major Schltr. 4 100 Lemurella culicifera (Rchb.f.) H.Perr 20 10,65 69 36,70 Lemurella papillosa Bosser 4 100 Lemurella virescens H.Perr Liparis poncticulata Ridl.

Liparis sp1

Liparis sp2 Microcoelia gilpinae Summerh Microcoelia macrantha Summerh Neobatheae perrieri Schltr. Oberonia disticha Schltr. 8 11,69 Oeonia rosea Ridl. Oeoniella polystachys (Thouars) Schltr. Polystachya cultriformis (Thou.) Spreng 3 3,52 Polystachya mauritiana Sprengel 26 66,6 Polystachya rhodochila Schltr. 4 100 Polystachya rosea Ridley Polystachya sp. var cultriformis 3 16,67 Satyrium perrieri Schltr. Inconnu 1 Inconnu 2 (sans feuille) TOTAL 386 8,19 50 1,06 1 0,02 250 5,12 91 1,93 25 0,53 16 0,34 1 0,02 Annexe XII : Nombre d’individu de chaque espèce d’Orchidée recensée sur chaque plante hôte (Suite) tavolo tavolorano vahimainty vakôna vantsilana varongy varongy madidravina voamboana Espèces N Fr (%) N Fr (%) N Fr (%) N Fr (%) N Fr (%) N Fr (%) N Fr (%) N Fr (%) Bulbophyllum rauhii Toill.

Bulbophyllum sp1 16 1,34 6 0,50 26 2,18 2 1,01

Bulbophyllum sp2

Bulbophyllum sp3 Calanthe madagascariensis Rolfe. Calanthe sp. Cheirostylis gymnochiloides Rchb.f. Cynorkis boinana Schltr. Cynorkis ridleyi Dur. Et Schinz Cynorkis villosa Rolfe.

Cynorkis sp1

Cynorkis sp2 Jumellea confusa Schltr. 3 3,09 Jumellea gladiator Schltr. Jumellea intricata H.Perr. 20 50 4 10 Jumellea major Schltr. Lemurella culicifera (Rchb.f.) H.Perr 10 5,32 15 7,98 Lemurella papillosa Bosser Lemurella virescens H.Perr 22 39,29 12 21,43 Liparis poncticulata Ridl.

Liparis sp1

Liparis sp2 Microcoelia gilpinae Summerh Microcoelia macrantha Summerh Neobatheae perrieri Schltr. Oberonia disticha Schltr. 1 1,45 Oeonia rosea Ridl. Oeoniella polystachys (Thouars) Schltr. Polystachya cultriformis (Thou.) Spreng 1 1,17 Polystachya mauritiana Sprengel Polystachya rhodochila Schltr. Polystachya rosea Ridley Polystachya sp. var cultriformis Satyrium perrieri Schltr. Inconnu 1 Inconnu 2 (sans feuille) TOTAL 92 1,95 16 0,34 1 0,02 36 0,76 34 0,68 99 2,10 1 0,02 75 1,59 Annexe XII : Nombre d’individu de chaque espèce d’Orchidée recensée sur chaque plante hôte (Suite) voanananala voara voararano volo volomborona liane Arbre mort terrestre Espèces N Fr (%) N Fr (%) N Fr (%) N Fr (%) N Fr (%) N Fr (%) N Fr (%) N Fr (%) Bulbophyllum rauhii Toill. 30 31,25

Bulbophyllum sp1 49 4,11 1 0,92 3 2,77 63 5,28 79 6,62

Bulbophyllum sp2 68 98,55 1 1,45

Bulbophyllum sp3 1 1,96 Calanthe madagascariensis Rolfe. 2 100 Calanthe sp. 11 100 Cheirostylis gymnochiloides Rchb.f. 398 100 Cynorkis boinana Schltr. 3 18,75 Cynorkis ridleyi Dur. Et Schinz 42 95,45 Cynorkis villosa Rolfe. 42 84 1 2

Cynorkis sp1 1 100

Cynorkis sp2 2 100 Jumellea confusa Schltr. 5 5,15 1 1,03 Jumellea gladiator Schltr. 1 10 Jumellea intricata H.Perr. 3 7,5 1 2,5 Jumellea major Schltr. Lemurella culicifera (Rchb.f.) H.Perr 7 3,72 1 0,53 29 12,77 Lemurella papillosa Bosser Lemurella virescens H.Perr Liparis poncticulata Ridl.

Liparis sp1 118 100

Liparis sp2 Microcoelia gilpinae Summerh 1 50 Microcoelia macrantha Summerh Neobatheae perrieri Schltr. Oberonia disticha Schltr. 33 47,83 1 1,45 1 1,45 Oeonia rosea Ridl. 6 10 Oeoniella polystachys (Thouars) Schltr. 11 24,44 Polystachya cultriformis (Thou.) Spreng 2 2,35 7 8,24 Polystachya mauritiana Sprengel 1 2,56 4 10,26 1 2,56 2 5,13 Polystachya rhodochila Schltr. 29 100 Polystachya rosea Ridley Polystachya sp. var cultriformis 1 50,56 Satyrium perrieri Schltr. 63 100 Inconnu 1 9 37,5 15 64,5 Inconnu 2 (sans feuille) 1 100 TOTAL 111 2,34 1 0,02 741 15,72 17 0,36 21 0,45 272 5,77 194 4,12 978 20,75 Annexe XIII : Richesse spécifique et générique de chaque placeau N° Placeau I II III IV V VI VII VIII IX X Situation topographique B B M H M H B B M H Surface de relevé (Ha) 0,2 0,1 0,1 0,1 0,1 0,1 0,1 0,1 0,1 0,1 Nombre du genre 13 12 9 12 9 9 11 10 12 10 Nombre d’espèce 33 25 20 30 9 23 32 22 27 24 Nombre d’individu 1 031 809 1 395 635 1 114 808 629 1 168 1 777 1 419 10 785

B : Bas versant M : Mi versant H : Haut versant

Richesse spécifique et générique de chaque situation topographique

Situation topographique Bas versant Mi versant Haut versant Nombre du genre 17 15 16 Nombre de l’espèce 54 49 44 Nombre d’individu 3 637 4 286 2 862 10 785 Annexe XIV : Résultat brut de l’inventaire des Orchidées à Talatakely - PNR (mai et août) (BV : Bas versant ; MV : Mi versant ; HV : Haut versant) Espèces Aa Ni/Topo Ar Fr S D BV MV HV (%) (Ha) Aerangis citrata Schltr. 516 335 176 5 4,78 80 0,9 573,33 Aerangis clavigera H.Perr 77 34 25 18 0,71 80 0,9 85,56 Aerangis fastuosa Schltr. 21 3 12 6 0,2 50 0,6 35 Aerangis macrocentra Schltr. 14 1 0 13 0,13 30 0,4 35 Aerangis modesta Schltr. 33 17 5 11 0,31 80 0,9 36,67 Aeranthes arachnites Lindl. 2 0 1 1 0,02 20 0,2 10 Aeranthes caudata Rolfe 21 0 8 13 0,2 20 0,2 105 Aeranthes gracilis Schltr. 130 130 0 0 1,21 10 0,1 1300 Aeranthes grandiflora Lindl. 63 24 28 11 0,6 70 0,8 78,75 Aeranthes nidus Schltr. 60 0 19 41 0,56 40 0,4 150 Aeranthes perrieri Schltr. 59 50 6 3 0,55 60 0,7 84,29 Aeranthes ramosa Rolfe 3 0 2 1 0,03 20 0,2 15 Aeranthes sp. 19 0 19 0 0,18 10 0,1 190 Angraecum calceolus Th. 14 13 1 0 0,13 30 0,4 35 Angraecum compactum Schltr. 12 2 4 6 0,11 40 0,4 30 Angraecum danguyanum H.Perr. 176 1 49 126 1,63 70 0,8 220 Angraecum elephantinum Schltr. 5 5 0 0 0,05 10 0,5 50 Angraecum falcifolium 5 5 0 0 0,05 10 0,5 50 Angraecum germynianum Hook. 20 0 20 0 0,19 10 0,1 200 Angraecum madagascariense Schltr. 281 133 62 86 2,61 90 1 281 Angraecum mauritianum Frappier 144 25 119 0 1,34 50 0,6 240 Angraecum obessum H.Perr. 4 0 3 1 0,04 20 0,2 20 Angraecum scottianum Rchb.f. 7 0 0 7 0,06 10 0,1 70 Angraecum viguieri Schltr. 2 0 2 0 0,02 10 0,1 20 Angraecum sp. 3 0 3 0 0,03 10 0,1 30 Beclardia macrostachya A.Rich. 1 0 0 1 0,01 10 0,1 10 Bulbophyllum afzelii Schltr. 3326 160 2116 1050 30,8 60 0,6 5543,33 4 Bulbophyllum anguistifolium Lindl. 77 60 14 3 0,71 50 0,5 154 Bulbophyllum auriflorum H.Perr. 212 27 98 87 1,97 70 0,8 265 Bulbophyllum baronii Ridl. 379 177 122 87 3,51 50 0,6 631,67 Bulbophyllum calyptropus Schltr. 68 68 0 0 0,63 10 0,2 340 Bulbophyllum compactum Kraenzl. 5 5 0 0 0,05 20 0,3 16,67 Bulbophyllum coriophorum Ridl. 148 0 118 30 1,37 20 0,2 740 Bulbophyllum nitens Jum. et Perr. 72 2 62 8 0,68 60 0,2 360 Bulbophyllum occlusum Ridl. 95 48 7 40 0,9 70 0,8 118,75 Bulbophyllum occultum Th. 73 24 21 28 0,68 80 0,8 91,25 Bulbophyllum protectum H.Perr. 107 107 0 0 1 30 0,3 356,67 Bulbophyllum rauhii Toill. 107 0 107 0 1 10 0,1 1070

Bulbophyllum sp1 1 301 709 411 181 12,0 80 0,9 1 445,5 6

Bulbophyllum sp2 84 84 0 0 0,78 20 0,3 280

Bulbophyllum sp3 51 1 42 8 0,47 30 0,3 170 (Aa : Abondance absolue ; Ni/Topo : Nombre d’individu par topographie ; Ar : Abondance relative ; Fr : Fréquence relative ; S : Surface d’ocupation, D : Densité de la population) Annexe XIV : Résultat brut de l’inventaire des Orchidées à Talatakely - PNR (mai et août) (Suite) (BV : Bas versant ; MV : Mi versant ; HV : Haut versant) Espèces Aa Ni/Topo Ar Fr S D (%) (Ha) BV MV HV Calanthe madagascariensis Rolfe. 2 2 0 0 0,02 10 0,2 10 Calanthe sp. 11 0 0 11 0,1 10 0,1 110 Cheirostylis gymnochiloides Rchb.f. 398 311 9 78 3,7 60 0,7 568,57 Cynorkis boinana Schltr. 7 3 0 4 0,06 20 0,2 35 Cynorkis ridleyi Dur. et Schinz. 44 42 0 2 0,41 20 0,2 220 Cynorkis villosa Rolfe 42 42 0 0 0,39 20 0,3 140

Cynorkis sp1 2 2 0 0 0,02 10 0,2 10

Cynorkis sp2 4 4 0 0 0,04 10 0,2 20 Jumellea confusa Schltr. 206 34 91 81 1,91 90 1 206 Jumellea gladiator Schltr. 9 3 5 1 0,08 40 0,5 18 Jumellea intricata H.Perr. 59 1 30 28 0,55 70 0,8 73,75 Jumellea major Schltr. 4 0 0 4 0,04 20 0,2 20 Lemurella culicifera (Rchb.f.) H.Perr. 203 109 74 20 1,88 80 0,8 253,75 Lemurella papillosa Bosser 8 0 8 0 0,07 10 0,1 80 Lemuella virescens H.Perr. 164 147 2 15 1,52 40 0,5 328 Liparis poncticulata Ridl. 930 24 296 610 62 80 0,8 1162,5

Liparis sp1 119 119 0 0 1,1 10 0,1 1190

Liparis sp2 280 267 13 0 2,6 20 0,2 1400 Microcoelia gilpinae Summerh 9 8 1 0 0,08 30 0,4 22,5 Microcoelia macrantha Summerh 5 5 0 0 0,05 20 0,3 16,67 Neobathiea perrieri Schltr. 11 1 10 0 0,1 20 0,3 36,67 Oberonia disticha Schltr. 88 65 10 13 0,82 60 0,7 125,71 Oeonia rosea Ridl. 57 52 3 2 0,53 50 0,6 95 Oeoniella polystachys (Thouars) Schltr. 59 0 26 33 0,55 20 0,2 295 Polystachya cultriformis (Thou.) Spreng. 85 76 3 9 0,79 60 0,7 121,43 Polystachya mauritiana Sprengel 43 8 18 17 0,4 70 0,8 53,75 Polystachya rhodochila Schltr. 29 29 0 0 0,27 20 0,2 145 Polystachya rosea Ridley 4 0 4 0 0,04 10 0,1 40 Polystachya sp. var cultriformis 18 10 0 8 0,17 40 0,5 36 Satyrium perrieri Schltr. 63 6 0 57 0,58 20 0,2 315 Inconnu 1 24 24 0 0 0,22 20 0,2 120 Inconnu 2 1 1 0 0 0,01 10 0,1 10 TOTAL 10 3 637 4 286 2 862 785

(Aa : Abondance absolue ; Ni/Topo : Nombre d’individu par topographie ; Ar : Abondance relative ; Fr : Fréquence relative ; S : Surface d’ocupation, D : Densité de la population) Annexe XV : Répartition verticale de chaque espèce d’Orchidée recensée Espèces Total 0 - 1 m 1 - 3 m 3 - 6 m 6 - 9 m 9 - 12 m > 12 m N % N % N % N % N % N % Aerangis citrata Schltr. 145 70 48,28 62 42,76 10 6,9 0 0 3 2,07 0 0 Aerangis clavigera H.Perr 61 11 18,03 24 3,34 26 42,62 0 0 0 0 0 0 Aerangis fastuosa Schltr. 18 4 22,22 2 11,11 5 27,78 1 5,56 6 33,33 0 0 Aerangis macrocentra Schltr. 7 0 0 7 100 0 0 0 0 0 0 0 0 Aerangis modesta Schltr. 32 0 0 16 50 14 43,75 0 0 2 6,25 0 0 Aeranthes arachnites Lindl. 2 0 0 2 100 0 0 0 0 0 0 0 0 Aeranthes caudata Rolfe 11 0 0 11 100 0 0 0 0 0 0 0 0 Aeranthes gracilis Schltr. 42 0 0 1 2,38 18 42,86 1 2,38 22 52,32 0 0 Aeranthes grandiflora Lindl. 14 0 0 13 92,86 0 0 1 7,14 0 0 0 0 Aeranthes nidus Schltr. 30 6 20 21 70 3 10 0 0 0 0 0 0 Aeranthes perrieri Schltr. 29 0 0 4 13,79 25 86,21 0 0 0 0 0 0 Aeranthes ramosa Rolfe 3 0 0 3 100 0 0 0 0 0 0 0 0 Aeranthes sp. 16 0 0 16 100 0 0 0 0 0 0 0 0 Angraecum calceolus Th. 14 13 82,86 0 0 0 0 1 7,14 0 0 0 0 Angraecum compactum Schltr. 3 0 0 0 0 0 0 0 0 3 100 0 0 Angraecum danguyanum H.Perr. 74 0 0 5 6,76 35 47,3 22 29,73 0 0 12 16,22 Angraecum germynianum Hook. 20 0 0 0 0 0 0 20 100 0 0 0 0 Angraecum madagascariense Schltr. 176 52 29,55 101 57,39 19 10,8 1 0,56 3 1,70 0 0 Angraecum mauritianum Frappier 68 65 95,59 3 4,41 0 0 0 0 0 0 0 0 Angraecum obessum H.Perr. 4 0 0 0 0 1 25 3 75 0 0 0 0 Angraecum viguieri Schltr. 2 0 0 0 0 2 100 0 0 0 0 0 0 Angraecum sp. 3 0 0 3 100 0 0 0 0 0 0 0 0 Beclardia macrostachya A.Rich. 1 1 100 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 Bulbophyllum afzelii Schltr. 2 910 750 25,77 1 910 65,63 250 8,6 0 0 0 0 0 0 Bulbophyllum anguistifolium Lindl. 7 0 0 0 0 4 57,14 3 42,86 0 0 0 0 Bulbophyllum auriflorum H.Perr. 36 0 0 25 69,44 5 18,89 6 16,67 0 0 0 0 Bulbophyllum baronii Ridl. 111 1 0,9 3 2,7 31 27,93 31 27,93 20 18,02 25 22,52 Bulbophyllum calyptropus Schltr. 68 0 0 68 100 0 0 0 0 0 0 0 0 Bulbophyllum compactum Kraenzl. 5 5 100 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 Bulbophyllum coriophorum Ridl 100 0 0 0 0 5 5 68 68 2 2 25 25 Bulbophyllum nitens Jum. et Perr. 24 0 0 0 0 9 37,5 15 64,5 0 0 0 0 Bulbophyllum occlusum Ridl. 33 3 9,09 2 6,06 24 72,73 4 12,12 0 0 0 0 Bulbophyllum occultum Th. 74 0 0 9 27,02 10 13,51 35 47,3 0 0 0 0 Bulbophyllum protectum H.Perr. 105 0 0 105 100 0 0 0 0 0 0 0 0 Annexe XV : Répartition verticale de chaque espèce d’Orchidée recensée (Suite) Espèces Total 0 - 1 m 1 - 3 m 3 - 6 m 6 - 9 m 9 - 12 m > 12 m Bulbophyllum rauhii Toill. 138 20 14,49 87 63,04 17 12,32 14 10,14 0 0 0 0

Bulbophyllum sp1 710 19 2,68 377 53,1 176 24,79 137 19,3 1 0,14 0 0

Bulbophyllum sp2 24 0 0 0 0 24 100 0 0 0 0 0 0

Bulbophyllum sp3 51 0 0 0 0 0 0 51 100 0 0 0 0 Calanthe madagascariensis Rolfe. 2 2 100 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 Calanthe sp. 11 11 100 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 Cheirostylis gymnochiloides Rchb.f. 389 389 100 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 Cynorkis boinana Schltr. 13 0 0 13 100 0 0 0 0 0 0 0 0 Cynorkis ridleyi Dur. et Schinz. 44 0 0 44 100 0 0 0 0 0 0 0 0 Cynorkis villosa Rolfe 42 0 0 0 0 40 95,24 2 4,76 0 0 0 0

Cynorkis sp1 2 2 100 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0

Cynorkis sp2 4 4 100 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 Jumellea confusa Schltr. 142 0 0 1 0,7 54 38,03 63 44,37 24 16,9 0 0 Jumellea gladiator Schltr. 12 0 0 4 33,33 8 66,67 0 0 0 0 0 0 Jumellea intricata H.Perr. 43 0 0 4 9,3 32 74,42 4 9,3 3 6,98 0 0 Jumellea major Schltr. 4 0 0 0 0 4 100 0 0 0 0 0 0 Lemurella culicifera (Rchb.f.) H.Perr. 42 0 0 21 50 21 50 0 0 0 0 0 0 Lemuella virescens H.Perr. 124 7 5,65 109 87,9 8 6,45 0 0 0 0 0 0 Liparis poncticulata Ridl. 930 930 100 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0

Liparis sp1 117 117 100 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0

Liparis sp2 263 13 4,94 250 95,06 0 0 0 0 0 0 0 0 Microcoelia gilpinae Summerh 2 0 0 2 100 0 0 0 0 0 0 0 0 Microcoelia macrantha Summerh 1 0 0 1 100 0 0 0 0 0 0 0 0 Neobathiea perrieri Schltr. 11 0 0 0 0 11 100 0 0 0 0 0 0 Oberonia disticha Schltr. 31 2 6,45 0 0 29 93,55 0 0 0 0 0 0 Oeonia rosea Ridl. 63 4 6,35 15 23,81 44 69,84 0 0 0 0 0 0 Oeoniella polystachys (Thouars) Schltr. 45 0 0 0 0 45 100 0 0 0 0 0 0 Polystachya cultriformis (Thou.) Spreng. 327 9 24,32 22 59,46 6 16,22 0 0 0 0 0 0 Polystachya mauritiana Sprengel 35 0 0 31 88,57 4 11,43 0 0 0 0 0 0 Polystachya rosea Ridley 4 0 0 0 0 0 0 4 100 0 0 0 0 Polystachya sp. var cultriformis 18 0 0 0 0 18 100 0 0 0 0 0 0 Satyrium perrieri Schltr. 63 63 100 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 Inconnu 1 24 15 64,5 0 0 9 37,5 0 0 0 0 0 0 Inconnu 2 1 1 100 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 TOTAL 7 690 2 589 33,67 3 397 44,17 1 056 13,73 462 6,01 124 1,61 62 0,81 Annexe XVI : Taux de régénération de chaque espèce d’0rchidée observée à Talatakely Ranomafana Espèces Nr Ns TR(% Espèces Nr Ns TR(%) ) Aerangis citrata Schltr. 39 477 8,18 Bulbophyllum rauhii Toill. 7 100 7

Aerangis clavigera H.Perr 1 76 1,32 Bulbophyllum sp1 30 1271 2,36

Aerangis fastuosa Schltr. 0 21 0 Bulbophyllum sp2 20 64 31,25

Aerangis macrocentra Schltr. 1 13 7,7 Bulbophyllum sp3 0 51 0 Aerangis modesta Schltr. 0 33 0 Calanthe madagascariensis Rolfe. 0 2 0 Aeranthes arachnites Lindl. 0 2 0 Calanthe sp. 0 11 0 Aeranthes caudata Rolfe 0 21 0 Cheirostylis gymnochiloides Rchb.f. 9 389 2,31 Aeranthes gracilis Schltr. 5 125 4 Cynorkis boinana Schltr. 0 7 0 Aeranthes grandiflora Lindl. 16 47 34,04 Cynorkis ridleyi Dur. et Schinz. 0 44 0 Aeranthes nidus Schltr. 6 54 11,11 Cynorkis villosa Rolfe 0 42 0

Aeranthes perrieri Schltr. 0 59 0 Cynorkis sp1 0 2 0

Aeranthes ramosa Rolfe 0 3 0 Cynorkis sp2 0 4 0 Aeranthes sp. 3 16 18,75 Jumellea confusa Schltr. 8 198 4,04 Angraecum calceolus Th. 0 14 0 Jumellea gladiator Schltr. 2 7 28,57 Angraecum compactum Schltr. 0 12 0 Jumellea intricata H.Perr. 0 59 0 Angraecum danguyanum H.Perr. 5 171 2,29 Jumellea major Schltr. 0 4 0 Angraecum elephantinum Schltr. 0 5 0 Lemurella culicifera (Rchb.f.) H.Perr. 11 192 5,73 Angraecum falcifolium 0 5 0 Lemurella papillosa Bosser 0 8 0 Angraecum germynianum Hook. 0 20 0 Lemuella virescens H.Perr. 7 157 4,46 Angraecum madagascariense Schltr. 2 279 0,72 Liparis poncticulata Ridl. 0 930 0

Angraecum mauritianum Frappier 21 123 17,07 Liparis sp1 0 119 0

Angraecum obessum H.Perr. 0 4 0 Liparis sp2 0 280 0 Angraecum scottianum Rchb.f. 0 7 0 Microcoelia gilpinae Summerh 0 9 0 Angraecum viguieri Schltr. 0 2 0 Microcoelia macrantha Summerh 0 5 0 Angraecum sp. 0 3 0 Neobathiea perrieri Schltr. 0 11 0 Beclardia macrostachya A.Rich. 0 1 0 Oberonia disticha Schltr. 7 81 8,64 Bulbophyllum afzelii Schltr. 0 3326 0 Oeonia rosea Ridl. 4 53 7,55 Bulbophyllum anguistifolium Lindl. 0 77 0 Oeoniella polystachys (Thouars) Schltr. 0 59 0 Bulbophyllum auriflorum H.Perr. 0 212 0 Polystachya cultriformis (Thou.) Spreng. 17 68 25,37 Bulbophyllum baronii Ridl. 0 379 0 Polystachya mauritiana Sprengel 0 43 0 Bulbophyllum calyptropus Schltr. 0 68 0 Polystachya rhodochila Schltr. 0 29 0 Bulbophyllum compactum Kraenzl. 0 5 0 Polystachya rosea Ridley 0 4 0 Bulbophyllum coriophorum Ridl. 0 148 0 Polystachya sp. var cultriformis 1 17 5,88 Bulbophyllum nitens Jum. et Perr. 0 72 0 Satyrium perrieri Schltr. 0 63 0 Bulbophyllum occlusum Ridl. 8 87 9,2 Inconnu 1 0 24 0 Bulbophyllum occultum Th. 6 67 8,96 Inconnu 2 0 1 0 Bulbophyllum protectum H.Perr. 0 107 0 TOTAL 236 1054 2,23 9

(Nr : Nombre des individus regénéré ; Ns : Nombre des individus sémencé ; Tr : Taux de régénération)

Total Nr= 236 ; Total Ns= 10 549 ; Tr= 2,23%

Annexe XVII : Caractéristiques des individus des cinq espèces de Aerangis ciblées Feuille Inflorescence Espèces nombre N° Longueur Largeur Apex Larguer med Largeur base nombre N° Longueur nombre de fleur Nombre fleur pollinisée Aerangis citrata 1 3 1e 8 1 1,4 0,7 2 5,4 1 1,9 0,8 3 4,8 1,8 0,7 2,4

Aerangis citrata 2 .227 8 1e 8,8 11,5 9,5 11,5 2 1e 31 26 1 2 1,8 2,3 1,5 2,2 2 28 30 1 3 3,1 3 2,1 2,9 4 1,9 1,5 1,3 1,2 5 7 - 2,3 1 6 10,4 2 3 1,2 7 10 2 3 1,5 8 5 1,5 2,1 1

Aerangis citrata 3 3 1e 10 2,9 3,7 2,7 2 1e 20 12 2 11 2,5 3,2 1,1 2 20 12 3 14 2,2 3,5 2,7

Aerangis citrata 4.621 7 1e 11 2,8 3,8 1,7 2 1e 13,5 10 1 2 12 3 3,7 1,1 2 3 9 - 3,8 1,4 4 10,5 - 4,1 1 5 8 0,7 2,2 1,4 6 10,5 1,8 3,4 1,6 7 12,4 2,2 4,3 1,8

Aerangis citrata 5.623 3 1e 9,3 2 3,1 1 2 8 - 3,5 1 3 1,1 1 1,1 -

Aerangis citrata 7 9 1e 8,1 1,3 2 0,9 2 6,4 1,6 2,6 1,7 3 6 1,3 2,6 1,8 4 10,3 2,6 3,5 1 5 10 2,3 3,5 1,2 6 12,8 2,7 3,8 1,2 7 15,7 3,6 4,6 1,5 8 14,1 3,2 4 1,8 9 4,1 1 2 1,2

Aerangis citrata 8 3 1e 12,5 2 4,2 1,8 1 20 10 2 15 2,5 4 1,5 3 13,2 1,9 3,7 2

Aerangis citrata 9 6 1e 7,3 1,6 2,5 - 1 22,1 20 2 11,6 1,5 3 1,1 3 7,8 1,4 2,4 0,9 4 - - - - 5 13 1,7 3,1 1,1 6 8,9 2 2,9 1,4

Aerangis clavigera 1.720 3 1 3,8 0,6 1,1 0,4 1 1 1 1 2 3 0,4 1 0,5 3 2,9 0,5 1 0,5

Aerangis fastuosa 1.710 3 1 4 2,1 3 1,9 1 7 2 2 3,5 2,5 2,9 2 3 3 2 2,8 1,8

5 1 5 1 1,9 1,5

Aerangis fastuosa 2.732 2 6 1 1,6 0,7 3 5 1 1,5 1 4 5,5 0,9 1,5 1 5 0,5 ronde ronde ronde

Aerangis fastuosa 3.826 3 1 5 1,2 2,3 1,4 1 2 2 2 7 2 3 2 3 7,2 1,9 3,5 1,8

Aerangis fastuosa4.8383 4 1 4 1 2,2 1 1 2 4,5 1,9 3 2 3 4,7 2 2,9 2 4 4,8 1,9 2,8 2

Annexe XVII : Caractéristiques des individus des cinq espèces de Aerangis ciblées (Suite) Feuille Inflorescence Espèces nombre N° Longueur Largeur Apex Larguer med Largeur base nombre N° Longueur nombre de fleur Nombre fleur pollinisée Aerangis macrocentra 1.722 3 1e 11,5 1,5 2,4 1,5 2 1e 20 10 2 11,5 2,1 3,6 1,7 2 18 8 3 10 2 3,2 1,8 Aerangis macrocentra 2.730 2 1e 6,5 1,5 2,1 0,9 1 15 10 1 2 3,8 1,4 1,8 1 Aerangis macrocentra 3.731 2 1e 6,5 1,5 2,3 1 2 5,5 1,8 2,5 1,5 Aerangis macrocentra 4 3 1e - - - - 2 1e 9,3 9 1 I 2 - - - - 2 5,4 14 3 4 0,8 1,6 0,4 Aerangis macrocentra 5 3 1e 10,3 1,8 3,6 - 2 1e 20,8 22 2 10,8 1,5 4,1 1,2 2 25 26 Aerangis macrocentra 6.226 4 1e 16 3 4 2 4 1e 42 21 4 2 20 2,5 5,3 4,2 2 62 34 5 3 23 1,9 5,7 4 3 20 11 4 21 2,5 5,6 4,3 4 45 21

Aerangis modesta 1 3 1e - - - - 2 2,4 0,4 0,8 0,3 3 3,3 0,3 0,6 0,3

Aerangis modesta 2 3 1e 7,9 0,7 1,6 0,5 1 13,5 9 2 7,6 0,5 1,3 0,2 3 7,8 0,5 1,7 0,3

Aerangis modesta 3 2 1e 13 1,5 2,6 1 2 1e 14,1 13 1 2 14,7 0,7 2,5 0,6 2 15 12 3

Aerangis modesta 4 3 1e - - - - 2 1e 12,4 10 2 7 0,6 2 - 2 9 4 3 10 0,6 2 0,4 Annexe XVIII : Résultats de la comparaison par blast des séquences de chaque espèce de Aerangis avec les bases de données du NCBI

Comparaison avec gb|DQ091600.1| Aerangis citrata voucher Whitten 1788 (FLAS) ; gènes codant une partie du 18S d’ARN ribosomal, le ITS1, une séquence complète du 5.8S d’ARN ribosomal, une sequence complete du ITS2 et une séquence partielle du sous unite 26S d’ARN ribosomal

Espèce Aerangis citrata Aerangis clavigera Aerangis fastuosa Aerangis macrocentra N°de l’échantillon Ran#266 Ran#267 Ran#383 Ran#308 Ran#370 Ran#735 Ran#537 Ran#538 Ran#732 Ran#481 Ran#482 Ran#484 Score maximum 676 841 714 1152 1126 1106 741 628 622 575 1219 763 Score total 1057 841 758 1152 1126 1106 741 628 622 575 1219 763 Couverture de la requête (%) 72 62 67 90 91 89 80 82 56 82 90 80 P. estimée 0.0 0.0 0.0 0.0 0.0 0.0 0.0 5e-177 4e-175 6e-161 0.0 0.0 Ressemblance maximum (%) 98 96 94 96 96 96 94 93 94 95 96 91

Comparaison avec gb|DQ091601.1| Aerangis macrocentra voucher Kew 779 (K); gènes codant une partie du 18S d’ARN ribosomal, le ITS1, une séquence complète du 5.8S d’ARN ribosomal et une sequence complete du ITS2

Espèce Aerangis citrata Aerangis clavigera Aerangis fastuosa Aerangis macrocentra N°de l’échantillon Ran#266 Ran#267 Ran#383 Ran#308 Ran#370 Ran#735 Ran#537 Ran#538 Ran#732 Ran#481 Ran#482 Ran#484 Score maximum 583 809 672 1094 1059 1068 700 597 611 575 1179 787 Score total 956 809 716 1094 1050 1068 700 597 611 575 1179 787 Couverture de la requête (%) 68 62 67 86 86 82 76 82 53 82 85 80 P. estimée 4e-163 0.0 0.0 0.0 0.0 0.0 0.0 2e-167 2e-171 6e-161 0.0 0.0 Ressemblance maximum (%) 96 95 93 96 96 96 93 92 95 95 98 92 Annexe XVIII : Résultats de la comparaison par blast des séquences de chaque espèce de Aerangis avec les bases de données du NCBI (Suite)

Comparaison avec gb|DQ091603.1| Aerangis modesta voucher Carlsward 242 (FLAS) ; gènes codant une partie du 18S d’ARN ribosomal, le ITS1, une séquence complète du 5.8S d’ARN ribosomal, une sequence complete du ITS2 et une séquence partielle du sous unite 26S d’ARN ribosomal Espèce Aerangis citrata Aerangis clavigera Aerangis fastuosa Aerangis macrocentra N°de l’échantillon Ran#266 Ran#267 Ran#383 Ran#308 Ran#370 Ran#735 Ran#537 Ran#538 Ran#732 Ran#481 Ran#482 Ran#484 Score maximum 605 761 658 1168 1142 1122 749 589 618 535 1116 692 Score total 982 761 658 1168 1142 1122 749 589 618 535 1116 692 Couverture de la requête (%) 68 62 60 90 91 89 80 82 58 82 90 74 P. estimée 1e-169 0.0 0.0 0.0 0.0 0.0 0.0 4e-165 7e-176 5e-149 0.0 0.0 Ressemblance maximum (%) 95 94 92 96 96 96 93 91 93 92 95 91

Comparaison avec gb|DQ091604.1| Aerangis fastuosa voucher Carlsward 402 (FLAS) ; gènes codant une partie du 18S d’ARN ribosomal, le ITS1, une séquence complète du 5.8S d’ARN ribosomal, une sequence complete du ITS2 et une séquence partielle du sous unite 26S d’ARN ribosomal Espèce Aerangis citrata Aerangis clavigera Aerangis fastuosa Aerangis macrocentra N°de l’échantillon Ran#266 Ran#267 Ran#383 Ran#308 Ran#370 Ran#735 Ran#537 Ran#538 Ran#732 Ran#481 Ran#482 Ran#484 Score maximum 628 745 670 1160 1134 1114 765 605 634 511 1124 694 Score total 1006 745 670 1160 1134 1114 765 605 634 511 1124 694 Couverture de la requête (%) 68 62 60 90 91 89 80 82 58 82 90 79 P. estimée 7e-177 0.0 0.0 0.0 0.0 0.0 0.0 7e-170 1e-178 7e-142 0.0 0.0 Ressemblance maximum (%) 95 94 93 96 96 96 98 92 97 91 95 90

Author: RANDRIANINDRINA Veloarivony Rence Aimée

Title: INVENTORY OF ORCHIDS IN TALATAKELY RANOMAFANA NATIONAL PARK - MORPHOLOGICAL AND MOLECULAR STUDIES OF FIVE SPECIES OF Aerangis (Rchb.f.)

ABSTRACT

Talatakely, a part of Ranomafana National Park, is rich in biodiversity. From the study realized in 2005, more than 82 species belonging to 23 genera of orchids were inentoried. Most of them are epiphytic. Bulbophyllum is the most present genus in the forest with 17 species. Among the 55 species supporting epiphytic orchids, Eugenia bernieri and Weinmannia bojeriana are the most used. The density of the orchid population is about 9804 individuals per hectare. For each species, the population of Bulbophyllum afzelii has the highest density and is the most abundant in the forest. 20 species are rare with 10 individuals in maximum. Angraecum madagascariense and Jumellea confuse are regularly distributed in the forest. Ecologically, the majority of the orchids are present in the humid lower zone between 3 m to 6 m. The maximum regeneration rate is rather low, between 0% and 34%. Out of the 82 species, five Aerangis species, occuring in the region of Talatakely (Aerangis citrata, Aerangis clavigera, Aerangis fastuosa, Aerangis macrocentra and Aerangis modesta) were studied for their morphological and molecular characters. At adulte stage, these species are very distinct in their morphological characters. Unlikely, the young plants presents some problems of identification in the field. However, most of the exported plants are young plants, without flower. The molecular study, through the analysis of DNA sequences of the ITS region of the nuclear genome confirm the result of the morphological study. It is an important method for the identification of the exported specimens at this stage. Our research shows that morphological study and molecular biology are complementary.

Keys words: Orchids, Talatakely Ranomafana, Aerangis, ecology, morphology, molecular study, DNA, ITS sequences

Supervisors: Dr Bakolimalala RAKOUTH and Dr Louis Jr. EDWARD Auteur : RANDRIANINDRINA Veloarivony Rence Aimée

Titre : INVENTAIRE DES ORCHIDEES DU TALATAKELY, PARC NATIONAL DE RANOMAFANA - ETUDES MORPHOLOGIQUE ET MOLECULAIRE DE CINQ ESPECES DU GENRE Aerangis (Rchb.f.)

RESUME

La forêt de Talatakely du Parc National Ranomafana est riche en biodiversité. En 2005, un inventaire des Orchidées y a été effectué. 82 espèces groupées dans 23 genres d’Orchidées ont été recensées. La majorité de ces Orchidées sont des épiphytes dont le mieux représenté est le genre Bulbophyllum avec 17 espèces. Les Orchidées épiphytes utilisent 55 espèces d’arbres comme plantes hôtes. Parmi ces derniers, Eugenia bernieri (ou Rotra) et Weinmannia bojeriana (ou Maka) sont les plus utilisés. La population d’Orchidées présente en moyenne une densité de 9804 individus par hectare. Pour chaque espèce, la population de Bulbophyllum afzelii est la plus dense et la plus abondante dans la forêt. 20 espèces sont plutôt rares avec 10 individus au maximum. Angraecum madagascariense et Jumellea confusa ont une répartition constante dans la forêt. Selon les facteurs écologiques, les Orchidées se rencontrent généralement dans les bas versants et surtout dans une intervalle de hauteur de 3m à 6m. Le taux de régénération de chaque espèce est très faible, seulement de l’ordre de 34% au maximum. Cinq espèces de Aerangis rencontrées dans la région de Talatakely : Aerangis citrata, Aerangis clavigera, Aerangis fastuosa, Aerangis macrocentra et Aerangis modesta ont fait l’objet d’étude autoécologique, morphologique et moléculaire. L’étude morphologique a permis de distinguer sans ambiguïté ces espèces à l’état adulte. Alors que l’identification à l’état juvénile est impossible. Pourtant, la plupart des espèces exportées sont des individus juvéniles et sans fleur. Ainsi, l’étude moléculaire, analysant les séquences d’ADN de la région ITS du génome nucléaire confirme les résultats de l’étude morphologique. Elle est d’une importance capitale dans l’identification des spécimens exportés au stade juvénile. Notre travail a démontré que l’étude morphologique et moléculaire sont complémentaires.

Mots clés : Orchidées, Talatakely Ranomafana, Aerangis, écologie, morphologie, étude molécuaire, ADN, séquences ITS

Encadreurs : Dr Bakolimalala RAKOUTH et Dr Louis Jr. EDWARD