(Bromeliaceae) in Den Südamerikanischen Anden

Phylogeographie und Populationsgenetik der Arten der Gattung Fosterella (Bromeliaceae) in den südamerikanischen Anden

Dissertation Natascha Wagner

Phylogeographie und Populationsgenetik der Arten der Gattung Fosterella (Bromeliaceae) in den südamerikanischen Anden

Dissertation zur Erlangung des akademischen Grades eines Doktors der Naturwissenschaften (Dr. rer. nat.)

angefertigt in der Abteilung Morphologie und Systematik der Pflanzen, Institut für Biologie, Fachbereich 10/ Mathematik und Naturwissenschaften, Universität Kassel

von Natascha Wagner

Kassel, 2012

Als Dissertation vom Fachbereich 10 der Universität Kassel angenommen am: 13. Dezember 2012

Betreuer: Prof. Dr. Kurt Weising

Promotionskommission: Prof. Dr. Kurt Weising (1. Gutachter) Prof. Dr. Pierre Ibisch (Beisitzer) Prof. Dr. Georg Zizka (2. Gutachter) Prof. Dr. Rüdiger Wagner (Beisitzer)

Datum der Disputation: 26. Februar 2013

Inhaltsverzeichnis

1 Einleitung ...... 1 1.1 Eine kurze Übersicht über die Erdgeschichte Südamerikas...... 1 1.2 Bromeliaceae ...... 3 1.3 Fosterella...... 5 1.3.1 penduliflora-Gruppe ...... 10 1.3.2 micrantha-Gruppe...... 14 1.4 Ziele dieser Arbeit ...... 17

2 Material und Methoden ...... 19 2.1 Material...... 19 2.1.1 Pflanzenmaterial für vergleichende Sequenzierung ...... 19 2.1.2 Pflanzenmaterial für populationsgenetische Untersuchungen (AFLPs)...... 19 2.2 Methoden...... 26 2.2.1 DNA-Isolation ...... 26 2.2.1.1 Verwendete Reagenzien, Materialien und Geräte ...... 26 2.2.1.2 Durchführung...... 28 2.2.2 Polymerase-Kettenreaktion (PCR) ...... 29 2.2.3 Agarosegelelektrophorese...... 30 2.2.4 Aufreinigung der PCR-Produkte ...... 31 2.2.5 Sequenzierung...... 31 2.2.5.1 Verwendete Reagenzien, Materialien und Geräte...... 31 2.2.5.2 Durchführung...... 32 2.3 Test und Auswahl geeigneter DNA-Abschnitte für vergleichende Sequenzierung . 33 2.3.1 Plastidäre Marker...... 33 2.3.1.1 Test potenzieller Kandidaten ...... 33 2.3.1.2 Charakterisierung der ausgewählten Chloroplastenloci rpl32-trnL und rps16-trnK...... 34 2.3.1.3 Amplifikation der plastidären Marker ...... 35 2.3.2 Nukleäre single-copy Loci...... 36 2.3.2.1 Test potenzieller Kandidaten ...... 36 2.3.2.2 Auswahl der verwendeten nukleären Loci...... 38 2.3.2.3 Amplifikation der nukleären Loci ...... 39

I Inhaltsverzeichnis

2.4 Phylogenetische Auswertung und Analysen...... 41 2.4.1 Indelkodierung ...... 41 2.4.2 Neighbour Joining-Analyse ...... 41 2.4.3 Haplotypennetzwerke...... 41 2.4.4 Maximum Parsimony-Analyse (MP) ...... 42 2.4.5 Maximum Likelihood-Analyse (ML) ...... 42 2.4.6 Bayes´sche Analyse ...... 43 2.4.7 Datierte Phylogenien...... 44 2.4.8 Biogeographische Analysen...... 45 2.5 AFLPs – Amplified Fragment Length Polymorphisms...... 47 2.5.1 Prinzip der Methode...... 47 2.5.2 Verwendete Reagenzien und Materialien ...... 48 2.5.3 Restriktion und Ligation ...... 48 2.5.4 Präselektive Amplifikation...... 49 2.5.5 Selektive Amplifikation ...... 50 2.5.6 Wiederholung misslungener Reaktionen ...... 51 2.5.7 Manuelle Editierung der AFLP-Rohdaten und Normalisierung ...... 51 2.6 Populationsgenetische Analysen der AFLP-Daten...... 52 2.6.1 Neighbour Joining-Analyse ...... 52 2.6.2 NeighbourNet-Analyse ...... 52 2.6.3 Hauptkoordinaten-Analyse (PCoA)...... 52 2.6.4 Manteltest...... 53 2.6.5 AMOVA...... 53 2.6.6 Structure-Analyse...... 53

3 Ergebnisse...... 55 3.1 Plastidäre Marker...... 55 3.1.1 Test und Auswahl der Chloroplastenmarker...... 55 3.1.2 Phylogenetische Analysen ...... 57 3.1.2.1 Analysen der plastidären Loci...... 57 3.1.2.2 Topologie der Phylogenien...... 58 3.1.3 Datierte Phylogenie...... 64 3.1.4 Biogeographische Analysen...... 65 3.1.5 Haplotypennetzwerke...... 67

II Inhaltsverzeichnis

3.1.5.1 penduliflora-Gruppe ...... 67 3.1.5.2 micrantha-Gruppe...... 69 3.2 Nukleäre Marker...... 71 3.2.1 Test und Auswahl der nukleären low-/single-copy Marker ...... 71 3.2.2 Phylogenetische Analysen...... 76 3.2.2.1 Phylogenien basierend auf NIA-i3...... 76 3.2.2.2 Phylogenien basierend auf PHYC...... 81 3.3 AFLPs - Amplified Fragment Length Polymorphisms ...... 84 3.3.1 penduliflora-Gruppe ...... 84 3.3.1.1 AMOVA...... 85 3.3.1.2 Neighbour Joining-Analyse ...... 88 3.3.1.3 NeighbourNet-Analyse ...... 89 3.3.1.4 Structure-Analyse...... 90 3.3.1.5 PCo-Analyse und Manteltest ...... 90 3.3.1.6 Biogeographie ...... 92 3.3.2 micrantha-Gruppe...... 93 3.3.2.1 AMOVA...... 93 3.3.2.2 Neighbour Joining-Analyse ...... 93 3.3.2.3 NeighbourNet-Analyse ...... 97 3.3.2.4 Structure-Analyse...... 97 3.3.2.5 PCo-Analyse ...... 99 3.3.2.6 Biogeographie ...... 101

4 Diskussion ...... 103 4.1 Verwendete Marker...... 103 4.1.1 Plastidäre Marker rpl32-trnL und rps16-trnK...... 103 4.1.1.1 rpl32-trnL...... 103 4.1.1.2 rps16-trnK...... 104 4.1.2 Nukleäre Marker NIA und PHYC ...... 105 4.1.2.1 NIA...... 106 4.1.2.2 PHYC...... 107 4.2 AFLP-Methode...... 109 4.2.1 Methodische Schwächen der AFLP-Methode ...... 109 4.2.2 Variabilität der AFLP-Daten ...... 110

III Inhaltsverzeichnis

4.3 Fosterella ...... 113 4.3.1 Monophylie der Gattung ...... 113 4.3.2 Evolution in Raum und Zeit...... 113 4.3.3 Aufteilung innerhalb der Gattung Fosterella...... 119 4.3.4 Poröses Genom, Introgression, Hybridisierung ...... 122 4.4 penduliflora-Gruppe ...... 124 4.4.1 Phylogenien...... 124 4.4.2 Biogeographie...... 125 4.4.3 Hybridisierungen F. penduliflora x F. albicans...... 126 4.4.4 Polyploidie...... 127 4.4.5 Populationsgenetische Analysen ...... 129 4.5 micrantha-Gruppe...... 132 4.5.1 Phylogenien...... 132 4.5.2 Haplotypennetzwerk ...... 133 4.5.3 Populationsgenetische Analysen...... 133 4.5.3.1 Artabgrenzung ...... 133 4.5.3.2 Populationsstruktur...... 136 4.6 Artbildungsprozesse in Fosterella ...... 139

5 Zusammenfassung und Ausblick...... 141

6 Literaturverzeichnis...... 149 7 Abbildungsverzeichnis...... 161 8 Tabellenverzeichnis...... 165 9 Abkürzungsverzeichnis...... 167 10 Anhang...... 169

Das schönste Glück des denkenden Menschen ist, das Erforschliche zu erforschen und das Unerforschliche zu verehren.

nach JOHANN WOLFGANG VON GOETHE

Einleitung

1 Einleitung

Die tropischen Anden sind, bezogen auf Endemismus und Artenvielfalt, eines der artenreichsten Gebiete der Erde. Fast die Hälfte der ca. 45.000 in diesem Gebiet vorkommenden Gefäßpflanzenarten sind in den Anden endemisch (Myers et al. 2000), kommen also ausschließlich in dieser Region vor. Die Gattung Fosterella (Bromeliaceae) wird als eine den Anden zugeordnete Pflanzengruppe beschrieben, denn der Großteil ihrer 31 Arten kommt in den Anden und/oder ihrer unmittelbaren Umgebung vor. Achtzehn dieser Arten sind kleinräumige Endemiten. Fosterella hat als eine Pflanzengattung mit andiner Verbreitung Modellcharakter für diese Region. Anhand der Evolution der Gattung Fosterella und ihrer Ausbreitung in Raum und Zeit können generelle Rückschlüsse auf die Entstehung von Endemiten und Entwicklung neuer Arten im andischen Raum gezogen werden, möglicherweise auch über weitere Gebiete von Südamerika.

1.1 Eine kurze Übersicht über die Erdgeschichte Südamerikas

In der Erdgeschichte Südamerikas gab es einige wichtige Ereignisse, die diesen Kontinent zu einer der vielfältigsten und artenreichsten Regionen dieser Erde machen. Südamerika war nach der Trennung von Afrika mehr als 90 Millionen Jahre lang ein isolierter Kontinent (Burnham & Graham 1999). Wie auf einer großen Insel konnten sich mehr oder weniger unabhängig vom Rest der Welt viele Tier- und Pflanzenarten entwickeln. Neben der geographischen Isolation waren die Schließung der Landbrücke zwischen Nord- und Südamerika sowie die Entstehung der Anden wichtige Ereignisse in der Geschichte Südamerikas.

Entstehung der Anden

Einen großen Einfluss auf die ökologische Diversität Südamerikas hatte die Orogenese der Anden. Die Anden reichen heute von Mittelamerika bis zur Südspitze Südamerikas und sind etwa 7.500 km lang. Die zentralen Anden in Bolivien sind bis zu 700 km breit und durchschnittlich 4.000 m hoch, der höchste Berg ist knapp 7.000 m hoch (Aconcagua mit 6.962 m). Die Entstehung dieses Gebirges ist ein vielfältiger, komplizierter und geographisch diverser Prozess (Young et al. 2002). Die Zentralanden begannen vor etwa 40 Millionen

Natascha Wagner, Universität Kassel 1 Einleitung

Jahren sich aufzufalten (Graham 2010). Der Anstieg verlief zunächst langsam. Vor etwa 10 Millionen Jahren, im mittleren Miozän, waren die Zentralanden nur etwa halb so hoch wie jetzt und sind seitdem um mehr als 2.000 m angewachsen (Graham 2010, Gregory-Wodzincki 2000, Pennington et al. 2010). Die Entstehung eines solchen Gebirges hat einen gewaltigen Einfluss auf das Klima und damit auch auf Flora und Fauna. Zum einen entsteht eine massive Barriere, die die Migration von Ost nach West und umgekehrt erschwert oder verhindert. Zum anderen entsteht eine Vielfalt neuer Lebensräume, alte Lebensräume verändern sich, Anpassungen an neue klimatische Situationen sind erforderlich (Gregory-Wodzincki 2000). Gerade der letzte, rapide Anstieg der Anden ging mit der Entstehung vieler neuer Arten einher. Dafür gibt es zahlreiche Ursachen, von denen drei besonders bedeutsam sind (nach Antonelli & Sanmartin 2011):

1) Zunehmende Heterogenität der Habitate (unterschiedliches Klima in verschiedenen Höhen, Exposition, topographische Vielfalt) 2) Allopatrische Artbildung in montanen Taxa, die durch tiefe Täler voneinander isoliert sind 3) Geographische Vikarianz und genetische Isolation auf beiden Seiten der Bergkette

Insgesamt kann man die Anden nach Antonelli & Sanmartin (2011) als eine "Artenpumpe" auffassen: Linien, die in den Anden entstanden sind, können sich in andere neotropische Biome ausbreiten und dort gegebenenfalls radiieren. In Nord-Südrichtung bilden die Anden zudem einen potenziellen Migrationskorridor für Taxa, die bereits zuvor prä-adaptiert an montane Bedingungen waren.

Schließung des Isthmus von Panama

Die Entstehung des Isthmus vor ca. 3 Mio. Jahren war der Auslöser für massive Wanderungsbewegungen, die als "großer amerikanischer Austausch", kurz GABI (Great American Biotic Interchange) bekannt sind. Pflanzen- und Tierarten aus Nordamerika wanderten in Südamerika ein und umgekehrt. (Burnham & Graham 1999, Hoorn et al. 2010, Cody et al. 2010). Der Wanderung von Nord nach Süd ist dabei vor allem bei Tieren ein größeres Gewicht zuzusprechen. Allerdings scheint es insbesondere bei Pflanzen bereits vor der Schließung der Landbrücke zu einem Austausch von Arten gekommen zu sein (Cody et al. 2010).

2 Phylogeographie und Populationsgenetik in Fosterella Einleitung

Es ist zu prüfen, inwieweit die Auffaltung der Anden und die Schließung des Isthmus auch die Evolution der Gattung Fosterella beeinflusst haben.

1.2 Bromeliaceae

Die Pflanzenfamilie der Bromeliaceen umfasst derzeit 3.248 Arten in 58 Gattungen (Luther 2010). Damit ist sie eine der größten und bekanntesten Pflanzenfamilien der Neotropen. Das Verbreitungsgebiet erstreckt sich von den südlichen Staaten Nordamerikas bis in den Süden Chiles und Argentiniens (Givnish et al. 2007, 2011; Abb. 1.1). Nur eine einzige Art, Pitcairnia feliciana, kommt auf dem afrikanischen Abb. 1.1 Verbreitungsgebiet der Bromeliaceae. Eine Art Kontinent im Fouta Djallon-Massiv in P. feliciana, ist in Westafrika zu finden (nach Benzing 2000) Guinea vor (Porembsky & Barthlott 1999). Diese disjunkte Verbreitung wird auf ein Fernausbreitungs-ereignis zurückgeführt (Givnish et al. 2004).

Basierend auf morphologischen Daten wurde die Familie lange in drei Unterfamilien unterteilt, die Bromelioideae, die Tillandsioideae und die Pitcairnioideae (Smith & Downs 1974). Aufgrund molekularer Analysen hat sich mittlerweile herausgestellt, dass die traditionelle Unterfamilie Pitcairnioideae eindeutig paraphyletisch ist (u. a. Terry et al. 1997; Crayn et al. 2000; Givnish et al. 2004, 2007, 2011). Nach einer zunächst nur auf dem Chloroplastengen ndhF beruhenden Phylogenie wurden die Bromeliaceen von Givnish et al. (2007) in insgesamt acht, jeweils monophyletische Unterfamilien eingeteilt. Diese Einteilung wurde durch eine umfangreiche Analyse mit acht plastidären Markern von Givnish et al. (2011) bestätigt.

Natascha Wagner, Universität Kassel 3 Einleitung

Zusätzlich zu den traditionellen Familien Bromelioideae und Tillandsioideae, die beide erhalten bleiben, wurden die folgenden sechs neuen Unterfamilien geschaffen (Abb. 1.2):

Puyoideae (Puya) Navioideae (Brewcaria, Navia, Sequencia (vorher Brocchinia serrata) und Cottendorfia) Hechtioideae (Hechtia) Lindmanioideae (Lindmania) Brocchinioideae (Brocchinia) Pitcairnioideae s. str. (Deuterocohnia, Dyckia, Encholirium, Fosterella und Pitcairnia).

Die Gattung Fosterella gehört nach dieser Einteilung zusammen mit den Gattungen Deuterocohnia, Dyckia, Encholirium und Pitcairnia in die Unterfamilie Pitcairnioideae s. str. (siehe Abb. 1.2).

Abb. 1.2 Stellung der Ordnung Poales innerhalb der Gefäßpflanzen (a) und der Bromeliaceae innerhalb der Poales (b); (c) die acht Unterfamilien der Bromeliaceae (nach Givnish et al. 2007, 2011); (d) Verwandtschaftsbeziehungen innerhalb der Pitcairnioideae (nach Schütz 2012). Alle Stammbäume beruhen auf molekularen Daten der Chloroplasten‐DNA.

4 Phylogeographie und Populationsgenetik in Fosterella Einleitung

1.3 Fosterella

Geschichte

Die Gattung Fosterella wurde im Jahr 1960 von L. B. Smith aufgestellt. Im Rahmen der letzten umfassenden Monographie der Bromeliaceae von Smith & Downs (1974) wurden 13 Fosterella-Arten aufgeführt. Seitdem sind zahlreiche Neubeschreibungen hinzugekommen (z. B. Smith & Read, 1992, Ibisch et al. 1997, 1999, Kessler et al. 1999, Ibisch et al. 2002, Peters et al. 2008). Dies führte zu einer umfangreichen Revision der Gattung vor wenigen Jahren (Peters 2009). Die Gattung Fosterella umfasst danach aktuell 31 Arten.

Morphologie

Es handelt sich bei Fosterella um mesophytische bis leicht xerophytische, terrestrisch oder epilithisch wachsende Rosettenpflanzen, die zwischen 25 cm und 2 m groß werden. Bei einigen Arten werden unterhalb der Rosette kleine bis größere Stämmchen gebildet (z. B. F. caulescens). Die Blätter sind glattrandig bis leicht gezähnt und können bis zu einem Meter lang werden. Vor allem an der Unterseite sind sie in unterschiedlicher Dichte mit Trichomen besetzt. Durch lichtmikroskopische Analysen von 19 Fosterella Arten konnten unterschiedliche blattanatomische Typen innerhalb der Gattung identifiziert werden, die z. T. mit molekularsystematisch definierten Gruppen konsistent sind (Patzold 2005, Rex et al. 2007). Die Blattanatomie scheint daher ein taxonomisch aussagekräftiges Merkmal zu sein. Hingegen zeigte das Kartieren morphologischer Daten (wie die Form der Petalen oder die Bildung eines Stämmchens) auf den Vier-Locus-Chloroplastenbaum, dass viele dieser Merkmale homoplastisch sind, sich also mehrmals unabhängig innerhalb der Gattung entwickelt haben bzw. wieder verloren gegangen sind (Rex et al. 2009).

Die Infloreszenz ist eine Traube oder Rispe und trägt meist viele kleine, weißliche Blüten, die von kleinen Fliegen, Käfern und Bienen bestäubt werden (Peters 2009). Ausnahmen sind F. gracilis mit gelben Blüten und F. spectabilis mit langen, röhrenförmigen, roten Blüten (vgl. Anhang 1). Die Blüten werden selten größer als 1-2 cm und bilden nach erfolgreicher Befruchtung Kapseln, die bei der Reife zahlreiche kleine bikaudate Samen entlassen (Peters 2009). Die vegetative Fortpflanzung über Kindel ist bei Fosterella wie bei fast allen Bromelien weit verbreitet.

Natascha Wagner, Universität Kassel 5 Einleitung

Als Abgrenzungsmerkmale zu anderen Gattungen gelten die Abwesenheit von Petalanhängseln (z. B. im Gegensatz zu schuppenförmigen Anhängen in Deuterocohnia), die an der Basis ansetzenden Antheren, die sich während der Anthese einrollen, und die an den Petalen angewachsenen inneren Filamente (Peters 2009).

Verbreitung und Ökologie

Das Verbreitungsgebiet von Fosterella umfasst hauptsächlich die Täler und Osthänge der Anden sowie azonale Standorte in angrenzenden Gebieten (Abb. 1.3).

Abb. 1.3 Verbreitungsgebiet der Gattung Fosterella

Im Bereich der Anden reicht das Verbreitungsgebiet von Peru im Norden bis nach Nordargentinien im Süden. Ein Verbreitungsschwerpunkt liegt mit 24 Arten in den Bolivianischen Anden. Außerhalb der Anden zeigt Fosterella ein disjunktes Verbreitungsmuster. So wurden Fosterella-Arten an azonalen Standorten des Brasilianischen

6 Phylogeographie und Populationsgenetik in Fosterella Einleitung

Schilds in Ostbolivien und Brasilien sowie in Paraguay gefunden. Eine Art kommt ausschließlich in Mittelamerika vor (F. micrantha) und eine Art im zentralen Amazonasgebiet von Brasilien (F. batistana).

Die Pflanzen findet man in mehr oder weniger feuchten Bergnebelwäldern, den Yungas, an feuchten Standorten des Flachlands sowie in saisonalen, tropischen Trockenwäldern (seasonally dry tropical forests; SDTFs) und in interandinen Trockentälern. Sie besiedeln Gebiete von 300 m bis 2.800 m ü. NN. Fosterella-Pflanzen wachsen an steilen Hängen, in mehr oder weniger offenen Wäldern oder Buschlandschaften. Man findet sie häufig entlang von Straßen und Flussläufen.

Endemismus

Achtzehn von 31 Fosterella-Arten (ca. 58 %) kommen ausschließlich in sehr kleinen Arealen vor (Peters et al. 2008, Peters 2009). Diese Lokalendemiten bilden einen interessanten Forschungsschwerpunkt. Nur vier Arten (F. albicans, F. penduliflora, F. micrantha, F. weberbaueri) haben ein vergleichsweise großes Verbreitungsgebiet (Peters et al. 2008, Peters 2009).

Systematische Einordnung nach molekularen Daten

Eine erfolgreiche Erforschung der Evolution und Biogeographie der Gattung Fosterella in Zusammenhang mit der Auffaltung der südamerikanischen Anden setzt genaue Kenntnisse der Phylogenie voraus. Nur wenn bekannt ist, in welchem Verwandtschaftsverhältnis die rezenten Arten zueinander stehen, können Aussagen über ihre Ausbreitungsgeschichte, Artentstehungsprozesse und Diversifizierungsmechanismen gemacht werden.

Fosterella gehört nach der Nomenklatur von Givnish et al. (2011) zu der Unterfamilie Pitcairnioideae s. str. In allen bisherigen molekularsystematischen Analysen erwies sich die Gattung als klar monophyletisch. In den Analysen, die auf plastidären Markern basieren, bildet sie eine Schwestergruppe zu der sogenannten Dyckia Klade (bestehend aus den xeromorphen Gattungen Deuterocohnia, Dyckia und Encholirium; Crayn et al. 2004, Rex et al. 2009). An der Basis der Unterfamilie steht Pitcairnia, die mit über 400 Arten größte Gattung der Pitcairnioideae s. str. (Givnish et al. 2011, Rex. et al. 2009). Das Alter der

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Gattung beträgt nach der indirekten Datierung von Givnish et al. (2007) ca. 9 Mio. Jahre. Die Stammgruppe der gesamten Unterfamilie wird mit etwa 14 Mio. Jahren angegeben.

Bisher wurden molekularsystematische Untersuchungen mit Fokus auf Fosterella auf der Basis von Fragmentlängenanalysen (AFLPs, Rex et al. 2007) und Chloroplastensequenzen durchgeführt (Rex et al. 2009). Die AFLP-Analyse von 77 Akzessionen aus 18 Fosterella- Arten unterstütze die morphologische Artabgrenzung. Außerdem konnten 12 Artengruppen A bis L identifiziert werden (Abb. 1.4 links, Rex et al. 2007). Die Verwandtschaft zwischen den Gruppen konnte jedoch nicht hinreichend geklärt werden.

In der Chloroplastenstudie von Rex et al. (2009) wurden 57 Akzessionen aus 22 Arten von Fosterella untersucht. Die aus der vergleichenden Sequenzierung von vier plastidären Loci resultierenden Bäume unterstützen sowohl die Monophylie der Gattung als auch die Schwesterbeziehung von Fosterella zu der sogenannten Dyckia-Klade (Dyckia, Encholirium, Deuterocohnia). Die Gattung gliedert sich in sechs gut gestützte Gruppen: die albicans-, rusbyi-, penduliflora-, weddelliana-, micrantha- und weberbaueri-Gruppe (Abb. 1.4 rechts). Die cpDNA-Gruppen sind mit den 12 Gruppen der AFLP-Analyse zum großen Teil konsistent (Rex et al. 2009). An der Basis des cpDNA-Baums teilt sich die Gattung in zwei Kladen. Die eine enthält die penduliflora-Gruppe in Schwesterposition zu der weddelliana- Gruppe. Die andere Klade enthält vier Gruppen. Dies sind zum einen die weberbaueri- und micrantha-Gruppe in Schwesterposition zueinander, und zum anderen die albicans- und rusbyi-Gruppe, ebenfalls in Schwesterbeziehung zueinander. Die beiden letztgenannten Gruppen enthalten 13 der 22 in der Analyse untersuchten Arten, wohingegen die anderen Gruppen jeweils nur 2-3 Arten enthalten. Die Auflösung innerhalb der jeweiligen Gruppen ist gering (Abb. 1.4).

Weitere phylogenetische Untersuchungen auf Basis von Chloroplasten- und Kern-DNA sind notwendig, um die Verwandtschaftsbeziehungen der Gruppen zueinander, eine bessere Auflösung innerhalb der einzelnen Gruppen sowie eine bessere Abgrenzung der einzelnen Arten zu erreichen. Basierend auf den resultierenden Phylogenien können schließlich weitere Analysen durchgeführt werden.

8 Phylogeographie und Populationsgenetik in Fosterella Einleitung

Abb. 1.4 Vergleich der infragenerischen Beziehungen innerhalb von Fosterella. Links: Ergebnisse der AFLP‐ Analyse, rechts: Chloroplastenphylogenie basierend auf vier plastidären Markern (nach Rex et al. 2009)

Neben der verbesserten Phylogenie der gesamten Gattung beschäftigt sich die vorliegende Arbeit näher mit zwei der sechs aus den Chloroplastenphylogenien hervorgehenden Artengruppen. Die Arten dieser beiden Gruppen sollen im Folgenden kurz vorgestellt werden.

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1.3.1 penduliflora‐Gruppe

Eine der sechs resultierenden Gruppen der Chloroplastenphylogenie ist die penduliflora- Gruppe. Sie beinhaltet die beiden Arten F. penduliflora (Abb. 1.5, a-h) und F. gracilis (Abb. 1.6, a-h).

Fosterella penduliflora ist eine weit verbreitete Art, ihr Verbreitungsgebiet erstreckt sich von dem Departemento La Paz, Bolivien, im Norden bis zur Provinz Salta, Argentinien, im Süden. Die Art besiedelt feuchte, laubwerfende bis immergrüne Bergwälder des Chacos und der Yungas sowie andine Trockenwälder. Außerdem kommt F. penduliflora im Flachland an felsigen extrazonalen Standorten des Brasilianischen Schilds vor. Die Art wächst terrestrisch oder auf Felsen, an Hängen von Straßenrändern und Flussufern, also an relativ offenen Standorten (Abb. 1.5, a). Dabei besiedelt sie Standorte zwischen 250 und 2.650 m ü. NN (Peters 2009). Die Art weist eine große morphologische Vielfalt auf. Die Pflanzen besitzen eine flache Rosette, die Blätter werden bis zu 40 cm lang und können zwischen 2,5 und 8 cm breit sein. In Richtung der Blattbasis sind sie sukkulent. Gelegentlich ist die Blattunterseite rot gefärbt. Die verzweigte Infloreszenz trägt viele hängende, ca. 1 cm große Blüten (engl. hängend: "pendulous", daher der Name). Die Petalen sind weiß und leicht zurückgebogen (Abb. 1.5, b). Die Kapselfrüchte entlassen viele, etwa 2 mm große, bikaudate Samen (Abb. 1.5, g).

Im Rahmen der letzten taxonomischen Revision von Peters (2009) wurden die von Ibisch (1999) aufgestellten Arten F. latifolia und F. chiquitana zu F. penduliflora synonymisiert.

Es gibt eine Reihe von Indizien dafür, dass es sich bei F. penduliflora um eine polyploide Art handelt. Einer dieser Hinweise stammt aus einer Examensarbeit (Brauer 2006), in der Mikrosatellitenmarker für Fosterella getestet wurden. Die meisten der getesteten Fosterella- Proben zeigten ein oder zwei Banden, wie man es für diploide Organismen erwarten würde. Fosterella penduliflora zeigte hingegen drei bis fünf Banden. Das zweite Indiz stammt aus Chromosomenzählungen. Während die basale Chromosomenzahl in Bromelien 2n=50 beträgt (Brown & Gilmartin 1986), ergaben Chromosomenzählungen für F. penduliflora 2n=100 (Delay 1974a, b) bzw. 2n=150 (Marchant 1967). In einer anderen Arbeit wiesen F. elata (heute F. penduliflora) und F. penduliflora aus Peru allerdings je eine Chromosomenzahl von n=25 auf (Brown et al. 1984). In der Untersuchung von Brown & Gilmartin (1986) zeigten

10 Phylogeographie und Populationsgenetik in Fosterella Einleitung die meiotischen Zählungen n=25 bzw. n=75 und die mitotischen 2n=100. Als drittes Indiz sind erste durchflusszytometrische Messungen zu nennen, die für F. penduliflora den zwei- bis dreifachen DNA-Gehalt des durchschnittlichen Gehalts der sonstigen getesteten Fosterella-Arten ergaben (Blattner, IPK Gatersleben, pers. Mitteilung).

Fosterella gracilis kommt in einem sehr begrenzten Areal in den Dpts. Beni und La Paz, Bolivien, vor. Dort wächst diese Art in subandinen Wäldern oder besiedelt steile, sonnenexponierte, felsige Flussufer präandiner Amazonaswälder, z. B. des Rio Beni (Abb. 1.6, a, e). Die Pflanze bildet eine sehr flache Rosette mit vielen, bis zu 40 cm langen Blättern. An ihrem natürlichen Standort bildet F. gracilis während der Blütezeit eine zwiebelartige Blattbasis, während im Gewächshaus die Rosette flach, groß und grün bleibt (eigene Beobachtungen). Die verzweigte Infloreszenz trägt die knapp 1 cm großen, gelben Blüten (Abb. 1.6, a). Die gelbe Blütenfarbe ist einzigartig innerhalb der Gattung. Die Petalen sind leicht zurück gebogen. Der Griffel hängt seitlich aus der Blüte (Abb. 1.6 b und f). Die Samen sind bikaudat und etwa 2 mm lang (Peters 2009).

Die penduliflora-Gruppe besteht demnach aus einer weitverbreiteten, polyploiden Art (F. penduliflora) und einer endemischen, diploiden Art (F. gracilis). Es besteht die Vermutung, dass der evolutive Erfolg von F. penduliflora durch Polyploidisierung (ggf. in Folge einer Hybridisierung) positiv beeinflusst wurde. Der polyploide Status der Art könnte für die große morphologische Plastizität und das große Verbreitungsgebiet verantwortlich sein.

Natascha Wagner, Universität Kassel 11 Einleitung

Abb. 1.5 Fosterella penduliflora a) typischer Standort am einer Böschung, b) Blüte mit zurückgebogenen Petalen, c) Infloreszenz, d), e) Rosette, f) Infloreszenz mit Brakteen und noch ungeöffneten Blüten, g) Kapseln, h) Trichome auf der Blattunterseite

12 Phylogeographie und Populationsgenetik in Fosterella Einleitung

Abb. 1.6 Fosterella gracilis a) Standort, b) Blüte mit zurückgebogenen Petalen, c) Infloreszenz mit Ameisen‐ besucher, d) Rosette, e) Population am steinigen Ufer des Rio Beni, f) Infloreszenz mit seitlichem heraus‐ hängendem Griffel, g) Kindel, h) Trichome auf der Blattunterseite

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1.3.2 micrantha‐Gruppe

Die in der Chloroplastenphylogenie gut gestützte, monophyletische micrantha-Gruppe besteht aus den drei Arten F. christophii, F. micrantha und F. villosula (Abb. 1.7).

Fosterella christophii ist ein kleinräumiger Endemit. Diese Art kommt zum einen in einem kleinen Bereich am sogenannten Andenknick in Santa Cruz, Bolivien vor, außerdem gibt es Aufsammlungen aus dem Dpt. La Paz, Bolivien. Ökologisch besiedelt diese Art die Grenzbereiche des trockenen Tucuman-Bolivian-Forest zu den Yungas und den interandinen Trockenwäldern. Fosterella christophii wächst im Unterwuchs von mehr oder weniger geschlossenen Wäldern auf schattigen, feuchten Hängen in 450 bis 1.500 m ü. NN (Abb. 1.7, j). Die Pflanzen werden bis zu einem Meter groß, die Blätter sind bis zu 50 cm lang und 7 cm breit und formen eine dichte Rosette. Die Blattunterseite kann rot sein. Die verzweigte Infloreszenz ist behaart, die Blüten sind weiß und etwa 7 mm groß (Abb. 1.7, f). Die Petalen sind während der Anthese zurückgebogen, anschließend strecken sie sich wieder. Die Kapseln entlassen etwa 2 mm lange bikaudate Samen (Peters 2009).

Fosterella micrantha kommt als einzige Fosterella-Art in Mittelamerika vor. Dort besiedelt sie ein großes Gebiet, das von Vera Cruz, Mexiko, im Norden über Guatemala bis Cabaňas, El Salvador, im Süden reicht. Die Art besiedelt trockene bis subtropische saisonale Wälder (SDTFs) und wächst terrestrisch oder saxikol an feuchten, schattigen Hängen, Flussufern oder Straßenrändern in einer Höhe von 100-1.300 m ü. NN (Abb. 1.7, o). Die Blätter werden etwa 35 cm lang und bilden eine offene Rosette. Die spärlich behaarte Infloreszenz ist verzweigt und trägt die weißen, knapp einen Zentimeter großen Blüten (Abb. 1.7, k). Die Petalen sind zurückgebogen. Die bikaudaten Samen sind etwa 3-4 mm lang (Peters 2009).

Fosterella villosula hat ein mittelgroßes Verbreitungsgebiet in Bolivien. Dieses umfasst die Dpts. La Paz, Beni und Cochabamba. Die Art besiedelt steile, schattige und feuchte Hänge an Straßenrändern und Flussufern in feuchten, immergrünen Tiefland- und Bergwäldern. Die Haupthabitate sind subandine Amazonaswälder und die Yungas (Abb. 1.7, e). Die Pflanzen sind bis zu 1 m groß, die Blätter bis 60 cm lang und 6 cm breit. Sie können rot gefärbt sein. Blätter und Infloreszenz sind mehr oder weniger dicht behaart (Abb. 1.7, c). Die Blüten sind weiß, die Petalen etwa 7 mm lang und zurückgebogen. Die Kapseln entlassen 2-3 mm lange, bikaudate Samen (Peters 2009).

14 Phylogeographie und Populationsgenetik in Fosterella Einleitung

Unterscheidung der drei Arten

Die drei Arten sind einander sehr ähnlich und selbst mit geübtem Blick kaum zu unterscheiden. Wichtige Unterscheidungsmerkmale sind die Ökologie und die Verbreitung: Während F. micrantha in mittelamerikanischen Trockenwäldern beheimatet ist, kommt F. villosula eher in feuchteren Gebieten der bolivianischen Chapare-Region und F. christophii in Trockenwäldern am Andenknick vor.

Morphologisch unterscheidet sich F. villosula durch die stärker behaarte Infloreszenz von den beiden übrigen Arten. Fosterella micrantha weist niemals rote Blätter auf und hat eine wenig behaarte Infloreszenz und kaum behaarte Brakteen. Fosterella christophii hat geringfügig kleinere Blüten als F. villosula und F. micrantha und ist weniger behaart als F. villosula (Peters 2009).

Neben diesen Merkmalen waren die Ergebnisse der molekularen Analyse basierend auf vier plastidären Markern (Rex et al. 2009) ausschlaggebend für die Trennung der Arten. Fosterella christophii ist hier klar von den beiden anderen Arten getrennt, während F. micrantha und F. villosula zusammen gruppieren.

Natascha Wagner, Universität Kassel 15 Einleitung

Abb. 1.7 Vergleich von Blüte, Rosette, Infloreszenz, Standort und Habitat von F. villosula (a‐e), F. christophii (f‐j) und F. micrantha (k‐o). e) Yungas, La Paz, Bolivien; j) Tafelberge, Santa Cruz, Bolivien; o) tropischer Trockenwald, Oaxaca, Mexico

16 Phylogeographie und Populationsgenetik in Fosterella Einleitung

1.4 Ziele dieser Arbeit

(1) Die Phylogenie von Fosterella ist bekannt, allerdings weiß man bislang wenig über die Verwandtschaftsbeziehungen innerhalb der bereits von Rex et al. (2009) definierten Gruppen. Diese sollen im Detail geklärt werden. Um dies zu erreichen sollen zwei zusätzliche, hochvariable Chloroplasten-DNA (cpDNA)-Abschnitte für ein erweitertes Arten- und Probenset identifiziert und sequenziert werden. Diese Sequenzen sollen mit den vorhandenen Daten von vier Markern kombiniert und in Form von Stammbäumen und genetischen Netzwerken (Haplotypennetzwerken) ausgewertet werden.

(2) Auf Basis der so erhaltenen, ausführlichen 6-Locus-Chloroplastenphylogenie soll mit Hilfe von biogeographischen und ultrametrischen Analysen die Evolution von Fosterella in Raum und Zeit rekonstruiert werden. Der geographische und zeitliche Ursprung der Gattung soll ermittelt und mit erdgeschichtlichen und geologischen Ereignissen, wie der Anhebung der Anden und der Schließung der Panamesischen Landbrücke in Beziehung gesetzt werden.

(3) Die bislang für Fosterella existierenden Phylogenien basieren entweder auf plastidären Sequenzen oder auf AFLPs. Deshalb sollen zusätzliche Stammbäume rekonstruiert werden, die auf Sequenzen von Genen oder Genabschnitten der Zellkern-DNA beruhen. Dazu sollen zunächst mehrere low- bzw. single-copy-Gene auf ihre Eignung getestet und ein geeigneter Kandidat für die verfügbaren Fosterella-DNAs sequenziert werden. Vom Vergleich der cpDNA- und Kern-DNA-Stammbäume werden Informationen über die Monophylie einzelner Arten, die Verwandtschaftsverhältnisse innerhalb von Artengruppen und über mögliche retikulate Evolution erwartet.

(4) Neben den geplanten Sequenzanalysen sollen stellvertretend mehrere natürliche Populationen der Arten der micrantha- und penduliflora-Gruppe auf der Basis von AFLP- Fingerprints näher untersucht werden. Populationsgenetische bzw. phylogeographische Studien wurden an Bromeliaceen bisher nur selten durchgeführt (z. B. Sarthou et al. 2001; Cavallari et al. 2006; Barbará et al. 2007). Die beiden zu untersuchenden Artengruppen umfassen jeweils eine oder zwei weit verbreitete Arten und eine seltene Art mit kleinem Verbreitungsgebiet.

Natascha Wagner, Universität Kassel 17 Einleitung

Für die penduliflora-Gruppe stellen sich folgende Fragen: - Entstand die Polyploidie in der Art durch ein einzelnes oder durch multiple Hybridisierungsereignisse? Wie haben Hybridisierung und Polyploidie die Evolution der Art beeinflusst? - Ist geographische Isolation die Antriebsfeder des Diversifikationsprozesses innerhalb der penduliflora-Gruppe?

Die micrantha-Gruppe umfasst drei morphologisch sehr ähnliche Arten. In dieser Gruppe fand offensichtlich ein Fernausbreitungsereignis nach Mittelamerika statt. Es stellen sich folgende Fragen: - Wann und von wo ausgehend fand das Fernausbreitungsereignis nach Mittelamerika statt? - Inwieweit sind die Arten der micrantha-Gruppe genetisch getrennt? - Wenn eine Trennung der drei Arten vorliegt, welche Faktoren waren dafür verantwortlich? - Gab es in Mittelamerika innerhalb der weit verbreiteten Art F. micrantha weitere Diversifizierungsereignisse?

Offenbar weisen die beiden Gruppen jeweils unterschiedliche Evolutionsmuster auf. Von den Analysen erwarten wir Informationen über Artbildungsprozesse, die Besiedlung der Anden und die Entstehung von Endemiten.

18 Phylogeographie und Populationsgenetik in Fosterella Material und Methoden

2 Material und Methoden

2.1 Material

2.1.1 Pflanzenmaterial für vergleichende Sequenzierung

Das für die vergleichende Sequenzierung verwendete Pflanzenmaterial ist in Tabelle 2.1 zusammengestellt. Die Tabelle enthält Angaben zu den Sammlern, zum Fundort inkl. Koordinaten, zum Herbarium, in welchem der Herbarbeleg hinterlegt wurde, und zur Lokalisation der Lebendpflanze, sofern vorhanden. Ein Verzeichnis der Herbarien und Botanischen Gärten findet sich im Anhang. Ein Teil der Fosterella-Proben wurde aus in Silicagel getrocknetem Material extrahiert, das von Sammelreisen nach Bolivien (2009) und Mexiko (2011) stammt. Einige DNA-Proben wurden aus Lebendmaterial (Frischmaterial) ausgewählter Arten der Gattungen Deuterocohnia, Fosterella, Dyckia, Encholirium und Pitcairnia (alle Bromeliaceae, Unterfamilie Pitcairnioideae) extrahiert. Ein Teil der Fosterella-Proben lag bereits als isolierte DNA vor (Rex 2007). Teilweise wurden mehrere Isolate aus der gleichen Pflanze hergestellt und verwendet. In diesen Fällen besitzt eine Pflanze mehrere DNA-Nummern, die in der Tabelle 2.1 jeweils aufgeführt sind. Die Genbankakzessionsnummern für die sequenzierten Loci befinden sich in Anhang 2.

2.1.2 Pflanzenmaterial für populationsgenetische Untersuchungen (AFLPs)

Für die Arten der micrantha-Gruppe und der penduliflora-Gruppe wurden im Rahmen der vorliegenden Arbeit populationsgenetische Analysen durchgeführt. Das dafür erforderliche Material wurde im Rahmen von insgesamt drei Sammelreisen gesammelt. Die erste Reise führte von Mitte September bis Mitte Oktober 2009 nach Bolivien (Wagner und Schütz) und wurde in Kooperation mit dem Herbario Nacional de Bolivia (LPB) durchgeführt. Auf dieser Reise wurden insgesamt 39 Fundorte von elf verschiedenen Fosterella-Arten besammelt (F. albicans, F. christophii, F. floridensis, F. gracilis, F. kroemeri, F. penduliflora, F. petiolata, F. cf. rexiae, F. rusbyi, F. weberbaueri, F. villosula) darunter auch 13 Populationen der vier in Bolivien vorkommenden Arten der micrantha- bzw. penduliflora- Gruppe. Im Herbst 2010 fand eine weitere Reise nach Bolivien statt (Michalak), bei der insgesamt 37 Fundorte von acht Fosterella-Arten (F. chaparensis, F. christophii, F. caulescens, F. pearcei (cf. albicans), F. penduliflora, F. rusbyi, F. weddelliana,

Natascha Wagner, Universität Kassel 19 Material und Methoden

F. villosula) besammelt wurden. Diese fand in Kooperation mit dem Museo de Historia Natural Noel Kempff Mercado und der Estación Ecológica Chiquitos statt. Im Frühjahr 2011 folgte eine Reise nach Mexiko (Schütz) in Zusammenarbeit mit Ivón M. Ramírez-Morillo und dem Centro de Investigación Científica de Yucatán, A.C. (CICY), auf der Populationsproben von elf verschiedenen F. micrantha-Fundorten gesammelt werden konnten. Fosterella kommt meistens an einem Fundort, z. B. einer Böschung, in einer umgrenzten Fläche mit nur einer Art in hoher Dichte vor. Es wurde angestrebt, so viele Fundorte wie möglich und jeweils zehn Individuen pro Fundort zu sammeln. Beim Beproben wurde möglichst der gesamte Fundort und die ganze morphologische Bandbreite der jeweiligen Population abgedeckt. Für jeden Fundort wurde mindestens ein Herbarbeleg angelegt, meistens jedoch zwei oder mehr Belege. Dafür wurden ausgewachsene und - sofern vorhanden - blühenden Pflanzen verwendet. Das für die populationsgenetischen Untersuchungen verwendete Material ist in Tabelle 2.2 aufgelistet. Im Anhang befindet sich eine ausführliche Tabelle mit Auflistung der einzelnen Individuen sowie detaillierter Fundorte für jede Population (Anhang 3).

Definition der Populationen

Für die AFLP-Analysen wurden jeweils alle Individuen desselben Fundorts als eine „Population“ definiert. Bei sympatrischem Vorkommen mehrerer Arten wurde für jede Art des Fundorts eine eigene ID vergeben. Die Nomenklatur der Proben-IDs lässt in der Regel eine Zuordnung zur jeweiligen Population zu. So bezeichnet z. B. die ID „NW09.011“ die Population. Jedes Individuum dieser Population erhielt eine zusätzliche Ziffer (NW09.011-01, NW09.011-02, etc.). Für die von Ingo Michalak gesammelten Populationen wurden jeweils mehrere Proben-IDs des gleichen Fundorts zu einer Population zusammengefasst, um den o. g. Kriterien zu entsprechen (vgl. Tabelle 2.2).

20 Phylogeographie und Populationsgenetik in Fosterella Material und Methoden

Tabelle 2.1 Verwendetes Pflanzenmaterial für die vergleichende Sequenzierung mit Angaben zu Sammler, Herbarium, in welchem der Herbarbeleg hinterlegt wurde, Lokalisation der Lebendpflanze in Kultur (falls vorhanden), Herkunft der Aufsammlungen, DNA‐Nummer, Koordinaten und Höhe des Fundorts

00 840 600 953 650 885 450 200 561 320 200 349 830 223 n.a. n.a. n.a. n.a. n.a. n.a. n.a. n.a. 2.430 1.700 1.800 1.530 1.875 2.100 1.200 1.511 1.975 1.550 1.500 1.216 1.600 1.200 1.1 Höhe [m ü. NN] 26`W 126`W 792` W 308` W .126`W 8°22'48" W 8°22'48" 67°13' W n.a. n.a. 63°23' W 63°23' n.a. n.a. n.a. n.a. 21°55' S 64°09' W 16°44'S 18°25'00" S 63°50'00" W 18°08'55'' S 63°55'48'' W n.a. 17°11' S 65°49' W 18°10' S 63°35'W 18°54' S18°54' W 63°24' 17°44' S 16°46' S 66°44' W 15°37' S 68°15'W 22°14'50'' S22°14'50'' W 64°35'24'' n.a. 18°46'22'' S18°46'22'' W 63°53'23'' 21°15' S 63°32' W 15°41’S, 67°29’ W 15°18'00" S 6 16°14' S 66°25' W 19°47'13'' S 64°02'23'' W 16°14'46'' S16°14'46'' W 67°47'08'' 15°41' S 67°29' W n.a. n.a. S15°57'00" W 67°33'60" n.a. n.a. 14°33'34" S14°33'34" W 67°30'35" 46a 64a DNANr. Breitengrad Längengrad 55a B010 62a 94a B011 67d B030 22a NW09.003-10 18°05.971`S 63°36. 25f 76d 132a 71c NW09.005-10 18°05.971`S 63°36 NW09.021-9 14°31.202`S W 67°29.823` B031 45a B032 NW09.030-10 15°39.744` S 67°42. B024 28b B013 NW09.004-4 18°05.971`S 63°36.1 NiSch11-12-10 15°18'59.2'' N 92°21'24.4'' W NiSch11-20-01 15°55'00.1'' N 96°29'33.2'' W B023 133aB034 = 14°30' N 91°30'W 26a 3a B012 NW09.017-10 S 15°41.222` 67°29. 129a 117a Bolivien, Tarija, O´Connor Bolivien, Cochabamba, Chapare Bolivien, Santa Cruz, Florida Herkunft(Staat, Departemento, Provinz) Bolivien, La Paz, Inquisivi Bolivien, Santa Cruz, Florida Bolivien, La Paz, Inquisivi Bolivien, Tarija, Acre Tarija, Bolivien, Vallegrande Cruz, Santa Bolivien, Bolivien, La Paz, Nor Yungas Nor Paz, La Bolivien, Bolivien, Cochabamba, Ayopaya Bolivien,Santa Cruz, Florida Bolivien, Santa Cruz, Florida Bolivien, Chuquisaca, Hernando Siles Mexiko, Chiapas Bolivien, Tarija, Gran Chaco - Bolivien,LaPaz, Larecaja Bolivien, Santa Cruz, Cordillera Cruz, Santa Bolivien, Guatemala, Suchitepequez Bolivien, Cochabamba, Chapare Mexiko, Oaxaca Bolivien, La Paz, Larecaja Bolivien, La Paz, Caranavi Bolivien, Santa Cruz, Florida Cruz, Santa Bolivien, Bolivien,LaPaz, Caranavi Brasilien, Mato Grosso, Chapada Guimarãesdos Chapada Grosso, Mato Brasilien, B033 - Bolivien, La Paz, Caranavi Bolivien, Santa Cruz, Florida Cruz, Santa Bolivien, Bolivien, La Paz, Caranavi Paz, La Bolivien, Bolivien, Beni, Ballivian Ballivian Beni, Bolivien, Bolivien, Beni, Ballivian Beni, Bolivien, Brasilien, Pará, Itaituba Pará, Brasilien, Vásquez 4051b (FR) / FAN RV 4051b Vásquez 3617 (FR) / FAN RV 3617 Vásquez 4626b (FAN) / FAN RV 4626b Ibisch 98.0204 (LPB) / FAN PI 98.0204 Vásquez 3624 (FR) / FAN RV 3624 Vásquez 3817 (LPB, SEL, USZ) 3817 / FAN RV USZ) SEL, (LPB, 3817 Vásquez Sammler (Herbarium)/ Lebendpflanze J. Peters, N. Schütz, R. Vásquez & R. Lara, & Lara, R. Schütz, R. J.Vásquez N. Peters, JP06.0005 / KAS (KS) JP 06.0005 J. Peters, N. Schütz, R. Vásquez & R. Lara, & Lara, R. Schütz, R. J.Vásquez N. Peters, KAS JP 06.0056 / (SELB) JP 06.0056 & Lara, R. Schütz, R. J.Vásquez N. Peters, JP06.0014 / KAS (KS) JP 06.0014 Müller 216(SEL) / FAN 216RM J. Peters, N. Schütz, R. Vásquez & R. Lara, & Lara, R. Schütz, R. J.Vásquez N. Peters, JP 06.0102 (FR)KAS / JP 06.0102 Vásquez 4003 (SEL) / FAN RV 4003 s.n. (B) / BGB 079-02-92-34 / BGB (B) s.n. Kessler (GOET, FR) / BGHD 109077 J. Peters, N. Schütz, R. Vásquez & R. Lara, & Lara, R. Schütz, R. J.Vásquez N. Peters, JP 06.0037 (LPB)/KASJP06.0037 Schütz, Carnevali, Pinzon, Castillo, Leopardi, Castillo, Leopardi, Pinzon, Carnevali, Schütz, Jiménez NiSch11-12-10 Wagner, N. NW09.021-9 (LBP)/ KAS NW09.021 (LBP)/ Wagner, NW09.021-9 N. Welz 3124 (B,FR, HBG, BGHD U) / 103726, BGB 031-14-91-30/33/34 Schütz, Carnevali, Pinzon, Castillo, Leopardi, Castillo, Leopardi, Pinzon, Carnevali, Schütz, Jiménez NiSch11-20-01 Rauh40579 a (U, WU)FRP / 99-18434-3 281002-6 / FAN RS & 281002-6 Schulte Rex Leme 7100 (Leme) / 7100 (Leme) Leme 7100 Leme Fernandes da Silva s.n. (HB, SEL) s.n. SEL) / Leme 5078 (HB, Silva da Fernandes Vásquez 3661 (LPB, SEL) / FAN RV 3661 L.B.Sm. & Read M. Kessler, Ibisch & E. Gross Kessler 9620b (LPB, SEL) / FAN MK 9620b Rauh (C.H. Wright) L.B. Sm. (C.H. Wright)(C.H. L.B. Sm. (C.H. Wright) L.B. Sm. (C.H. Wright) L.B. Sm. Rauh Ibisch, R. Váquez & E. Gross Wagner, N. NW09.003-10 (LBP)/ KAS NW09.003 Ibisch, R. Vásquez & J. PetersIbisch, R. Vásquez & J. PetersIbisch, R. Vásquez NW09.004 (LPB)/KAS Wagner, NW09.004-4 N. (LPB)/KAS NW09.005 Wagner, NW09.005-10 N. Ibisch, R. Váquez &E. Gross Ibisch02.0001 (SEL) / FAN PI 02.0001 Ibisch, R. Vásquez & J. Peters Wagner, N. NW09.030-10 (LPB)/ KAS NW09.030 Ibisch, R. Vásquez & J. Peters Nowicki 2364 (FR, SEL, LPB, USZ, HEID, WU) /BGHD 109073 Bolivien, La Paz, Larecaja Ibisch, R. Vásquez & J. Peters Ibisch 98.0173 (FR, LPB, SEL, USZ, WU) / FAN PI 98.0173 Bolivien, Santa Cruz, A. Ibañez Ibisch, R. Vásquez & J. Ibisch, PetersR. Vásquez SEL, LPB, WU) (FR, USZ, /KAS PI Ibisch 02.0002 0.0002 Florida Cruz, Santa Bolivien, (Lindl.) L.B. Sm. L.B. (Lindl.) (Lindl.) L.B. Sm. L.B. (Lindl.) Sm. L.B. (Lindl.) (Lindl.) L.B. Sm. L.B. (Lindl.) (L.B. Sm.) L.B.Sm. Ibisch, & Leme J. Peters Ibisch, R. Vásquez & J. PetersIbisch, R. Vásquez KAS (LBP)/ NW09.017 Wagner, NW09.017-10 N. Ibisch, R. Vásquez & J. PetersIbisch, R. Vásquez 3674a Vásquez Ibisch, R. Vásquez & J. Peters Krömer 1398b (LPB) / FAN TK 1398b (Griseb.) L.B. Sm. (Griseb.) L.B. Sm. (Griseb.) L.B. Sm. (Griseb.) L.B. Sm. (Griseb.) L.B. Sm. (Griseb.) L.B. Sm. (Griseb.) L.B. Sm. (Griseb.) L.B. Sm. (Griseb.) L.B. Sm. (Rusby) L.B. Sm. (Rusby) (Rusby) L.B. Sm. (Rusby) uliflora uliflora nd F. penduliflora F. penduliflora Fosterella F. albicans F. albicans F. albicans Art F. penduliflora F. penduliflora F. albicans F. albicans F. albicans F. albicans F. gracilis F. gracilis F. floridensis F. gracilis F. gracilis F. graminea F. albicans F. hatschbachii F. christophii F. christophii F. christophii F. floridensis F. micrantha F. christophii F. christophii F. cotacajensis F. kroemeri F. kroemeri F. christophii F. christophii F. batistana F. batistana F. kroemeri F. micrantha F. micrantha F. albicans F. heterophylla F. kroemeri F. christophii F. christophii F. micrantha F. caulescens caulescens F. F. christophii F. pe F. penduliflora F. penduliflora Natascha Wagner, Universität Kassel 21 Material und Methoden

830 618 830 700 892 200 878 968 220 892 914 190 n.a. n.a. n.a. n.a. n.a. n.a. n.a. n.a. 1.000 1.723 1.430 1.822 1.114 1.168 1.200 1.541 1.380 1.353 1.091 1.017 1.345 1.269

Höhe [m ü. NN] n.a. n.a. n.a. n.a. n.a. n.a. n.a. 16°13'60"S 62°12'60" W 18°05' S18°10'12" S 63°34'60" W 15°57' S 67°34' W n.a. 24°21'19'' S 65°01'38'' W n.a. 15°40'06"S 63°31'37" W n.a. n.a. 23°43'38'' S 64°51'09'' W n.a. 16°14'12'' S16°14'12'' W 67°47'26'' 13°54'27" S 71°29'55" W n.a. 19°51'00" S19°51'00" W 63°42'60" 16°23'38'' S 67°29'56'' W 15°38' S15°38' W 63°30' 13°09'55'' S13°09'55'' W 72°33'02'' 12°46'08'' S12°46'08'' W 72°38'02'' 16°14'12"S 67°45'36"W 13°00'46'' S13°00'46'' W 72°38'32'' 16°32'24" S 67°22'48"W 19°32'19'' S 64°07'28'' W 35a 34a B035 B014 18a 9a 93a DNANr. Breitengrad Längengrad 118a 143a NW09.037-10 15°21.599` S 68°30.100` W 86a B015 136a B016 NW09.002-4 S 18°11.135` W 63°33.523` NW09.001-8 S 18°10.682` W 63°32.678` 135a 141a 128b NW09.013-6 S 16°01.152` W 67°37.306` B020 120a B017 B018 107a B019 60a NW09.008-10 16°09.967´ S 67°43.294 W NW09.018-12 15°27.096` S 67°10.234` W 87=144 n.a. NW09.038-10 15°22.549` S 68°30.39` W NW09.036-9 15°18.545` S 68°27.812` W NW09.020 14°27.286` S 67°31.900` W B025 Bolivien, Santa Cruz, Ñ. de Chávez Bolivien, Santa Cruz, Florida Bolivien, La Paz, Nor Yungas Nor Paz, La Bolivien, Argentinien, Jujuy, San Pedro Bolivien, Santa Cruz, Guarayos Argentinien, Jujuy, Ledesma Bolivien, Santa Cruz, Florida Herkunft(Staat, Departemento, Provinz) Bolivien, La Paz, Larecaja Peru, Cusco,Quillabamba Peru, - - Bolivien, La Paz, Caranavi - Bolivien, Santa Cruz, A.Ibanez Cruz, Santa Bolivien, Bolivien, Cochabamba Bolivien, Peru, Cuzco, Vilcanota Peru, Cuzco, Quillabamba Cuzco, Peru, Peru, Cuzco, Quillabamba Cuzco, Peru, Bolivien, Santa Cruz, A.Ibanez Cruz, Santa Bolivien, Bolivien, Santa Cruz, Guarayos Cruz, Santa Bolivien, - Bolivien, La Paz, Caranavi Paz, La Bolivien, Bolivien, Santa Cruz, A.Ibanez Cruz, Santa Bolivien, Bolivien, La Paz, Sud Yungas Bolivien, Chuquisaqua, Calvo Luis Chuquisaqua, Bolivien, Bolivien, La Paz, Nor Yungas Bolivien, La Paz, Nor Yungas Bolivien, La Paz, Sud Yungas Bolivien, La Paz, Sud Yungas Bolivien, Santa Cruz, Florida Bolivien, Chuquisaca, Hernando Siles Bolivien, La Paz, Larecaja Bolivien, La Paz, Larecaja Bolivien, Beni, Jose Balivian Müller 150 / FAN RM 150 Vásquez 3762 (LPB) / FAN RV 3762 &Rex Schulte 301002-3 (FR) / FAN RS 301002-3 Wagner, N. NW09.002-4 (LBP)/ KAS NW09.002 (LBP)/ Wagner, NW09.002-4 N. Vásquez 3406 (LPB, SEL) / BGHD 125586 / 94-05-0016-20 s.n.BGOS (OSBU) Cathcart D s.n. (SEL) / MSBG 1978-0905 / MSBG s.n. (SEL) Wagner, N. NW09.001-8 (LPB)/ KAS NW09.001 (LPB)/ Wagner, NW09.001-8 N. & Lara, R. Schütz, R. J.Vásquez N. Peters, JP 06.0097 (FR)KAS / JP 06.0097 Ibisch 02.0006 (VASQ, FR, LPB) / BGHD 113151 / (VASQ, FR, BGHD LPB) 02.0006 Ibisch R. Vasquez 3729a (VASQ, LPB)/ (VASQ, LPB)/ FAN 3729a R. Vasquez & Lara, R. Schütz, R. J.Vásquez N. Peters, JP06.0138 / KAS (KS) JP 06.0138 Ibisch 98.0098 (FR, LPB, SEL, USZ) / FAN PI 98.0098 Wagner, N. NW09.037-10 (LBP)/ - KAS NW09.013 (LBP)/ Wagner, NW09.013-6 N. J. Peters, N. Schütz, R. Vásquez & R. Lara, & Lara, R. Schütz, R. J.Vásquez N. Peters, JP06.0142 / KAS (KS) JP 06.0142 Vásquez 4685 (VASQ) / FAN RV 4685 / RV (VASQ) FAN 4685 Vásquez s.n. (B) / BGB 115-19-83-80 / BGB (B) s.n. J. Peters, N. Schütz, R. Vásquez & Lara, R. Schütz, R. Vásquez J.N. Peters, / KAS (KS) JP 06.0115 JP 06.0115 Sammler (Herbarium)/ Lebendpflanze Friesen 18606 (OSBU) / BGOS 94-17-0050-80 J. Peters, N. Schütz, R. Vásquez & R. Lara, & Lara, R. Schütz, R. J.Vásquez N. Peters, JP 06.0126 (USM,LBP) KAS / JP 06.0126 J. Peters, N. Schütz, R. Vásquez & R. Lara, & Lara, R. Schütz, R. J.Vásquez N. Peters, JP06.0131 / KAS (KS) JP 06.0131 Friesen 18604 (OSBU)/ BGOS 94-17-0049-80 Nowicki 2061 / FAN CN 2061 & Lara, R. Schütz, R. J.Vásquez N. Peters, JP06.0076 / KAS (KS) JP 06.0076 Rex &Rex Schulte 251002-3 (SEL) / FAN RS 251002-3 Wagner, N. NW09.008-10 (LBP)/ KAS NW09.008 Wagner, N. NW09.018-12 (LBP)/ KAS NW09.018 Wagner, N. NW09.038-10 (LBP)/ KAS NW09.038 Wagner, N. NW09.036-09 (LBP)/ KAS NW09.036 Wagner, N. NW09.020-10 (LBP)/ KAS NW09.020 J. Peters, N. Schütz, R. Vásquez & R. Lara, & Lara, R. Schütz, R. J.Vásquez N. Peters, KAS JP 06.0045 / (LBP) JP 06.0045 Cathcart B-17 (SEL, HB) / MSBG 1995-0415 (C.H. Wright) L.B. Sm. Wright)(C.H. L.B. Sm. Wright)(C.H. L.B. Sm. (C.H. Wright)(C.H. L.B. Sm. (C.H. Wright) L.B. Sm. Wright)(C.H. L.B. Sm. (C.H. Wright)(C.H. L.B. Sm. (C.H. Wright)(C.H. L.B. Sm. (C.H. Wright) L.B. Sm. (C.H. Wright) L.B. Sm. (C.H. Wright)(C.H. L.B. Sm. (C.H. Wright)(C.H. L.B. Sm. (C.H. Wright) L.B. Sm. Ibisch & J. Peters Ibisch & J. Peters Ibisch Ibisch & J. Peters Ibisch & J. Peters Ibisch Ibisch & J. Peters Ibisch H. Luther H. Luther (Mez) L.B.Sm. (Mez) L.B.Sm. (Mez) L.B.Sm. Ibisch, R. Vásquez & E. Gross Vásquez 3673 (LPB) / FAN RV 3673 (Mez) L.B. Sm. (Mez) L.B. Sm. (Mez) L.B. Sm. (Mez) L.B.Sm. (Mez) L.B. Sm. (Mez) L.B. Sm. (Mez) L.B. Sm. F. petiolata F. penduliflora F. penduliflora F. penduliflora F. penduliflora F. penduliflora F. penduliflora F. penduliflora F. penduliflora F. penduliflora F.rexiae cf. F.rexiae F. penduliflora F. penduliflora F. penduliflora F. penduliflora F. penduliflora F. penduliflora F. penduliflora F. petiolata F. rexiae F. robertreadii F. penduliflora F. penduliflora F. petiolata F. penduliflora F. penduliflora Fosterella F. penduliflora Art F. robertreadii F. robertreadii F. robertreadii F. robertreadii F. rusbyi F. rusbyi F. rusbyi F. rusbyi F. rusbyi F. rusbyi F. rusbyi F. rusbyi F. rusbyi F. rusbyi F. rusbyi F. rusbyi F. rusbyi F. spec. F. spec F. spectabilis F. spectabilis

22 Phylogeographie und Populationsgenetik in Fosterella Material und Methoden 670 580 590 200 626 300 433 719 928 914 200 n.a. n.a. n.a. n.a. n.a. 1.846 2.020 2.720 1.480 1.100 1.200 1.347 2.170 1.400 1.192 Höhe [m ü. NN] n.a. 59°37'W n.a. 65°39'W n.a. 65°29'W 67°29'W 68°15'W 67°28'W 67°08'W n.a. 18°19'S 17°04'S n.a. 16°48'00"S 67°12'36"W 16°46'60"S 67°12'00"W 14°45'00"S 60°34'60"W 17°05'S n.a. 14°40' S 60°30´W 16°40'60"S 67°13'60"W 18°19'60"S 59°33'60"W 15°41'S 15°37'S 17°03'40'' S17°03'40'' W 65°38'40'' 16°24' S 67°28' W 17°01'02'' S17°01'02'' W 65°33'23'' 16°55' - 17°25' S 65°25' bis 65°50' W 1.300 16°26'S 16°53'S 16°25'48"S 67°28'12"W DNANr. Breitengrad Längengrad 63a 140b 104a 56a 23a B028 B026 37a 36a 48d 72a B027 NW09.012-10 16°01.976` S 67°37.901` W NW09.025-10 15°40.313` 67°28.331` 139b=B029 13°42'55'' S 61°41'43'' W NW09.035-10 15°18.348` S 67°22.106` W 121a 145a 95c NW09.024-10 S 14°32.445` W 67°29.978` NW09.019-4 S 15°27.096` W 67°10.234` 138b 12a 13a 58c Herkunft(Staat, Departemento, Provinz) Bolivien, Santa Cruz, Velasco Bolivien, Santa Cruz, Velasco Bolivien, Santa Cruz, Chiquitos Bolivien, Santa Cruz, Chiquitos Bolivien, La Paz, Inquisivi Bolivien, Santa Cruz; Velasco Bolivien, Cochabamba, Chapare Chapare Cochabamba, Bolivien, Bolivien, La Paz, Inquisivi Bolivien, Cochabamba, Chapare Cochabamba, Bolivien, Bolivien, Cochabamba, Chapare Brasilien, Mato Grosso, Vila Bela da Santíssima Trinidade da Vila Bela Grosso, Mato Brasilien, B022 Bolivien, La Paz, Caranavi Bolivien, La Paz, Inquisivi Bolivien, La Paz, Caranavi Bolivien, Santa Cruz, Velasco Bolivien, La Paz, Larecaja Brasilien, Mato Grosso, Vila Bela da Santíssima Trinidade da Vila Bela Grosso, Mato Brasilien, B021 Bolivien, La Paz, Caranavi Bolivien, La Paz Bolivien, Cochabamba, Chapare Bolivien, La Paz, Larecaja Bolivien, La Paz, Sud Yungas Bolivien, La Paz, Sud Yungas Bolivien, La Paz, Sud Yungas Sud Paz, La Bolivien, Bolivien, Beni, Ballivian Beni, Bolivien, Bolivien, La Paz, Inquisivi Paz, La Bolivien, Sammler (Herbarium)/ Lebendpflanze Nowicki 2034 (FR) / FAN CN 2034 Vásquez 3620 / FAN RV 3620 Ibisch 98.0116 (FR) / FAN PI 98.0116 Vásquez 4510 (LPB) / FAN RV 4510 S. Reichle SR1 (LPB) / FAN SR1 Vásquez 3627 (FR) / FAN 3627 Ibisch 98.0117 (FAN) / FAN PI 98.0117 P. & C. Ibisch, G. Rauer, D. Rudolph, PI 93.0642 (HEID)/BGHD 102322 Vásquez 4623 (FR) / FAN RV 4623 & Lara, R. Schütz, R. J.Vásquez N. Peters, JP 06.0105 / KAS JP 06.0105 Vásquez 3636a2 (FR, LPB, SEL) / FAN RV 3636a2 Mijagawa s.n. (HEID) / BGHD 104866 Leme 7145 (Leme) / 7145 (Leme) Leme 7145 Leme J. Peters, N. Schütz, R. Vásquez & R. Lara, & Lara, R. Schütz, R. J.Vásquez N. Peters, JP 06.0109 / KAS JP 06.0109 Wagner, N. NW09.025-10 (LBP)/ KAS NW09.025 Nowicki 2076b (LPB, SEL, USZ) / FAN 2076 Vásquez 3570 (FR, LPB, SEL, USZ) / FAN RV 3570 Wagner, N. NW09.035-10 (LBP)/ KAS NW09.035 Vásquez 4656 (FR) / FAN RV 4656 Müller 217 (SEL) / FAN RM 217 Leme 7144 (Leme) / 7144 (Leme) Leme 7144 Leme Wagner, N. NW09.012-10 (LBP)/ KAS NW09.012 Ibisch 03.0016 (LPB) / FAN PI 03.0016 Wagner, N. NW09.019-4 (LBP)/ KAS NW09.019 (LBP)/ Wagner, NW09.019-4 N. Krömer 7286 (FR, LPB) / BGHD 105332 R. Vásquez 3612 (VASQ, SEL, FR)/ FAN (VASQ, SEL, FR)/ 3612 R. Vásquez Wagner, N. NW09.024-10 (LBP)/ KAS (LBP)/ NW09.024 Wagner, NW09.024-10 N. (Mez) L.B. Sm. (Mez) L.B. Sm. (Mez) L.B. Sm. (Mez) L.B. Sm. (Mez) L.B. Sm. (Brongn.) L.B. Sm. Sm.L.B. (Brongn.) (Brongn.) L.B. Sm. (Brongn.) L.B. Sm. (Brongn.) L.B. Sm. (Brongn.) L.B. Sm. (Brongn.) L.B. Sm. L.B. Sm. & Read L.B. Sm. & Read L.B. Sm. & Read E. Gross & Ibisch E. Gross & Ibisch E. Gross & IbischE. Gross Ibisch, R. Vásquez, Ibisch, R. Vásquez, Ibisch, R. Vásquez, (Harms) L.B. Sm. (Harms) L.B. Sm. (Harms) L.B. Sm. (Harms) L.B. Sm.(Harms) (Harms) L.B. Sm. L.B. Sm.(Harms) (Harms) L.B. Sm. Art Fosterella vasquezii F. F. yuvinkae yuvinkae F. & Reichle E. Gross yuvinkae F. & Reichle E. Gross F. vasquezii vasquezii F. F. windischii F. vasquezii vasquezii F. F. villosula F. weddelliana F. weddelliana F. weddelliana F. villosula F. villosula F. weberbaueri F. weddelliana F. weddelliana F. weddelliana F. windischii F. villosula F. villosula F. villosula F. weberbaueri F. weberbaueri F. villosula F. weddelliana F. windischii F. weberbaueri F. weberbaueri

Natascha Wagner, Universität Kassel 23 Material und Methoden 711 678 748 n.a. 550 n.a. n.a. n.a. n.a. n.a. n.a. n.a. n.a. n.a. n.a. n.a. n.a. n.a. n.a. n.a. n.a. n.a. n.a. ~600 2.359 2.336 1.650 1.240 ~1.000 Höhe [m ü. NN] n.a. n.a. n.a. n.a. n.a. n.a. n.a. n.a. n.a. W 00'' 18' 43° 57° 09' 00'' W 00'' 09' 57° n.a. n.a. n.a. n.a. n.a. n.a. n.a. n.a. n.a. 16° 57' 00'' S 00'' 16° 57' 49' 00'' W 51° n.a. n.a. n.a. 30° 57' 00'' S 00'' 30° 57' 16' 00'' W 64° 20°45'51'' S 65°14'01'' W S 00'' 16° 34' 54' 00'' W 42° 25°08`44" S 66°10`12 W n.a. s.n S 00'' 17° 04' 25° 55' 00'' S 00'' 25° 55' n.a. 18°09'13'' S 64°06'00'' W n.a. n.a. n.a. ~18°08 S ~63°40`W 26°08´15" S 65°57`56 W n.a. n.a. n.a. 15° 59' 12'' S 12'' 15° 59' 24' 25'' W 41° N120 FK0001 n.a. DNANr. Breitengrad Längengrad F42a N106 FK0004 n.a. N168 FK FK 0011 n.a. N192 F51a = N112 n.a. F44a N144 FK0007 F15a N213 FK0006 F34a BT58 N199 Pit 24 N244 FK0010 F40a=FK 0005 F40a=FK FK0009 F47a FK0082 n.a. Pit 01 BT70 F48a = Pit 29 n.a. F46a Herkunft(Staat, Departemento, Provinz) n.a. Bolivien, Chuquisaca, Nor Cinti Bolivien, Tarija n.a. Bolivien, Santa Cruz, Florida Brasilien Argentinen, Salta, Cachi Costa Rica Bolivien, Chuquisaca Argentinen, Salta, Cafayate Bolivien, Tarija Argentinien, Serro Colorado Serro Argentinien, Bolivien, Santa Cruz, Ibanez Brasilien, Goias Brasilien, Argentinien, Cordoba, Ascochinga Cordoba, Argentinien, Paraguay, Paraguari, Acahay Paraguari, Paraguay, n.a. Chile, Region Valparaiso,Juan Fernandez Crusoe) (=Isla Robinson Isla Masatierra Archipel, Brasilien Brasilien, Minas Gerais, Grao Mogul Grao Gerais, Minas Brasilien, Karibik Peru, valley of Rio Marañon Brasilien, Goias, Caiaponia Goias, Brasilien, Brasilien, Minas Gerais, Itacambira Gerais, Minas Brasilien, Argentinien, Prov. Yungas Cachi Mexiko, Jalisco, Puerto Vallarta Jalisco, Puerto Mexiko, Peru, Dept. La Libertad, Trujillo Libertad, La Dept. Peru, Peru, San Martin Brasilien, Minas Gerais, Pedra Azul Pedra Gerais, Minas Brasilien, Sammler (Herbarium)/ Lebendpflanze Schuetz, N. 06.011a (FR) Gouda 95-21 (HEID)/ BG 104977 Balfanz 075 / BGHD 107170 s.n. (FR)/ KAS s.n. (FR)/ s.n. s.n. (B)/ BGB 118-02-74-83 Braun s.n. (HEID)/ BGHD 105188 BGHD (HEID)/ s.n. Braun Schuetz, N. 06.106 (FR) Hromadnik 5131 (HEID) / BGHD 103817 Rauh 64236 (HEID)/ HD130120 (HEID)/ 64236 Rauh Braun s.n. (HEID)/ BGHD 130025 BGHD (HEID)/ s.n. Braun Schuetz, N. 06.048 (FR) Schuetz, N. 06.098 (FR) Esteves Pereira s.n. (HEID)/ BGHD 105012 BGHD s.n. (HEID)/ Pereira Esteves Till 5012 (HEID)/ BGHD 103740 BGHD (HEID)/ Till 5012 Rauh 56484 (HEID)/ BGHD 130019 BGHD (HEID)/ 56484 Rauh Schulte 280408-1 / FRP 89-16095-2 L. Horst s.n. (HEID)/ BGHD 130009 BGHD s.n. (HEID)/ Horst L. FRP s.n. / FRP s.n. Till 6021/ BGHD 102970 BGHD Till 6021/ C. Innes s.n./ BGH 132666 Goebel s.n. (HEID)/ BGHD 130622 BGHD s.n. (HEID)/ Goebel Daniel Bruhin (BRUD) 402 (HEID)/ BGH 102663 Braun 840 (HEID)/ BGHD 130223 BGHD (HEID)/ 840 Braun 108213 s.n. Schindhelm / BGHD Rauh 53676 (HEID) / BGHD 103787 Rauh & L. Hrom. Hromadnik 5213 (HEID) / BGHD 102379 Rauh & BarthlottRauh 104044 Schmidt/ BGHD s.n. (HEID) Rauh (Rauh) (Rauh) (Rauh) (Rauh) (Rauh) L.B. Sm. (Beer) Baker (Linnaeus) Linnaeus Rauh, R:67138/ BGHD 130959 R. Philippi Baker Otto & A. Dietr. Spreng. Baker Rauh Rauh Rauh L.B.Sm. (Ruiz & Pavón) L. B. Smith Rauh s.n./ BGHD 130165 Art Deuterocohnia meziana Deuterocohina meziana Dyckia Dyckia estevesii Außengruppen Pitcairnioideae Deuterocohnia Deuterocohnia brevifolia M.A. Spencer & L.B. Sm. & L.B. Spencer M.A. Deuterocohnia brevifolia Sm. & L.B. Spencer M.A. Deuterocohnia lorenziana Dyckia estevesii Deuterocohnia schreiteri Deuterocohnia brevispicata Deuterocohnia lotteae M.A. Spencer & L.B. Sm. & L.B. Spencer M.A. Deuterocohnia recurvipetala Deuterocohnia strobilifera Deuterocohnia Deuterocohnia digitata Dyckia estevesii Dyckia velascana Dyckia granmogulensis Dyckia microcalyx microcalyx Dyckia Pitcairnia Pitcairnia albiflora Pitcairnia atrorubens Pitcairnia loki-schmidtiae loki-schmidtiae Pitcairnia lopezii Pitcairnia Dyckia remotiflora Dyckia remotiflora Dyckia brevifolia Dyckia brevifolia Encholirium horridum Encholirium Pitcairnia integrifolia integrifolia Pitcairnia John Bellenden Ker Gawler usneoides Tillandsia Pitcairnia rubro-nigriflora Puyoideae, Bromelioideae, Tillandsioideae ferruginea Puya Ochagavia elegans

24 Phylogeographie und Populationsgenetik in Fosterella Material und Methoden

Tabelle 2.2 Einteilung und Benennung der Populationen für die populationsgenetischen Analysen sowie Koordinaten der Funddaten

Art Population Anzahl Proben‐IDs Breitengrad Längengrad Individuen penduliflora‐ Gruppe F. penduliflora IM0001 12 IM0001 ‐ IM0003 18°10'54'' S 63°34'30'' W F. penduliflora IM0004 12 IM0004 ‐ IM0008 17°59'35'' S 64°01'13'' W F. penduliflora IM0009 4 IM0009 ‐ IM0011 18°47'13' S 63°50'43'' W F. penduliflora IM0015 11 IM0015 ‐ IM0018 18°01'16'' S 64°00'28'' W F. penduliflora IM0114 12 IM0114 ‐ IM0117 15°33'08'' S 68°00'26'' W F. penduliflora JP06.054 25 W016‐W040 22°12'23'' S 64°37'23'' W F. penduliflora NW09.001 10 NW09.001‐01 ‐ NW09.001‐10 18°10.682` S 63°32.678` W F. penduliflora NW09.002 4 NW09.002‐01 ‐ NW09.002‐04 18°11.135` S 63°33.523` W F. gracilis NW09.021 11 NW09.021‐01 ‐ NW09.021‐10 14°31.202` S 67°29.823` W F. gracilis NW09.022 10 NW09.022‐01 ‐ NW09.022‐10 14°31.662` S 67°29.805` W F. gracilis NW09.023 9 NW09.023‐01 ‐ NW09.023‐09 14°32.445` S 67°29.978` W micrantha‐ Gruppe F. christophii IM0033 10 IM0033 ‐ IM0036 18°06'33'' S 63°35'30'' W F. christophii IM0043 9 IM0043 ‐ IM0045 18°05'48'' S 63°35'42'' W F. christophii IM0046 9 IM0046 ‐ IM0048 18°06'05'' S 63°35'39'' W F. christophii IM0049 3 IM0049 ‐ IM0051 18°06'16'' S 63°35'58'' W F. christophii IM0052 4 IM0052 ‐ IM0054 18°05.971` S 63°36.126` W F. christophii NW09.005 10 NW09.005‐01 ‐ NW09.005‐10 18°05.971` S 63°36.126` W F. christophii NW09.006 1 NW09.006‐01 18°05.971` S 63°36.126` W F. christophii NW09.030 10 NW09.030‐01 ‐ NW09.030‐10 15°39.744` S 67°42.792` W F. christophii NW09.034 10 NW09.034‐01 ‐ NW09.034‐10 15°28.072` S 67°58.203` W F. micrantha Schütz11‐03 3 Schütz11‐03‐01 ‐ Schütz11‐03‐03 ca. 18°33' Nca. 95°11' W F. micrantha Schütz 11‐04 10 Schütz11‐04‐01 ‐ Schütz11‐04‐10 18°24.757 N 95°05.681 W F. micrantha Schütz 11‐05 10 Schütz11‐05‐01 ‐ Schütz11‐05‐10 17°51.122 N 96°12.995 W F. micrantha Schütz 11‐06 10 Schütz11‐06‐01 ‐ Schütz11‐06‐10 17°44.260 N 96°19.653 W F. micrantha Schütz 11‐12 10 Schütz11‐12‐01 ‐ Schütz11‐12‐10 15°18'59.2'' N 92°21'24.4'' W F. micrantha Schütz 11‐13 10 Schütz11‐13‐01 ‐ Schütz11‐13‐10 15°15'14.0'' N 92°24'20.0'' W F. micrantha Schütz 11‐14 8 Schütz11‐14‐01 ‐ Schütz11‐14‐08 15°18'34.5'' N 92°32'19.4'' W F. micrantha Schütz 11‐15 8 Schütz11‐15‐01 ‐ Schütz11‐15‐08 15°23'17.7'' N 92°39'38.4'' W F. micrantha Schütz 11‐17 10 Schütz11‐17‐01 ‐ Schütz11‐17‐08 16°47'42'' N 95°21'56'' W F. villosula IM0012 12 IM0012 ‐ IM0014 18°47'13'' S 63°50'44'' W F. villosula IM0019 13 IM0019 ‐ IM0021 18°06'28'' S 63°35'51'' W F. villosula IM0022 7 IM0022 ‐ IM0028 18°06'36'' S 63°35'39'' W F. villosula IM0029 4 IM0029 ‐ IM0032 18°06'33'' S 63°35'32'' W F. villosula IM0124 11 IM0124 ‐ IM0127 15°22'33'' S 68°30'27'' W F. villosula IM0139 12 IM0139 ‐ IM0142 17°00'12'' S 65°38'07'' W F. villosula IM0143 10 IM0143 ‐ IM0146 17°00'12'' S 65°38'07'' W F. villosula NW09.012 10 NW09.012‐01 ‐ NW09.012‐10 16°01.976` S 67°37.901` W F. villosula NW09.019 4 NW09.019‐01 ‐ NW09.019‐04 15°27.096` S 67°10.234` W F. villosula NW09.024 10 NW09.024‐01 ‐ NW09.024‐10 14°32.445` S 67°29.978` W F. villosula NW09.035 10 NW09.035‐01 ‐ NW09.035‐10 15°18.348` S 67°22.106` W

Natascha Wagner, Universität Kassel 25 Material und Methoden

2.2 Methoden

2.2.1 DNA‐Isolation

Die DNA des tiefgefrorenen Pflanzenmaterials wurde mit der Mini-Cetyltrimethyl- ammoniumbromid-(CTAB)-Methode nach Saghai-Maroof et al. (1984) gewonnen. Dabei werden die Zellen nach dem mechanischen Aufschluss mit einem Puffer chemisch lysiert. Durch Extrahieren mit Chloroform/Isoamylalkohol und anschließender Zentrifugation werden Komponenten wie Proteine und Zelltrümmer entfernt. Die DNA wird mit Isopropanol aus der wässrigen Phase gefällt und nach mehreren Waschschritten in TE-Puffer gelöst und mit RNAse behandelt. Für das mit Silicagel getrocknete Pflanzenmaterial wurde die Sorbitol- Methode nach Tel Zur et al. (1999) in der von Krapp (2009) beschriebenen Variante verwendet. Dabei werden der leicht modifizierten CTAB-Methode drei Waschschritte mit Sorbitolpuffer vorgeschaltet, in denen Cytoplasma und Vakuoleninhalt entfernt werden.

2.2.1.1 Verwendete Reagenzien, Materialien und Geräte

CTAB‐Methode nach Saghai‐Maroof et al. (1984), modifiziert nach Rex et al. (2007)

- gefrorenes Pflanzenmaterial - flüssiger Stickstoff - CTAB-Isolationspuffer: 2 % CTAB (Cetyltrimethylammoniumbromid) 1,4 M NaCl 0,1 M Tris-HCl, pH 8,0 20 mM EDTA 1 % Polyvinylpyrrolidon (PVP-40) 0,2 % β-Mercaptoethanol - Chloroform:Isoamylalkohol (24 :1) - 100 % Isopropanol - 70 % Ethanol - TE-Puffer : 10 mM Tris-HCl 1 mM EDTA, pH 8,0 - RNAse A 100 mg/ml (Qiagen)

26 Phylogeographie und Populationsgenetik in Fosterella Material und Methoden

Sorbitol‐Methode nach Tel‐Zur et al. (1999), modifiziert nach Krapp (2009)

- in Silicagel getrocknetes Pflanzenmaterial (50 mg) oder Frischmaterial (250-500 mg)

- Sorbitolpuffer: 100 mM Tris-HCl 5 mM EDTA (TK3) 0.35 M Sorbitol

- 3x CTAB Puffer (pH 8): 100 mM Tris-HCl 20 mM EDTA (TK3) 3 M NaCl 3 % CTAB

- Sarkosyl (30 %) - Chloroform:Isoamylalkohol (24:1 v/v) - Isopropanol (100 %) - TE Puffer (pH 8): 10 mM Tris-HCl 1 mM EDTA - RNAse 100 mg/ml (Quiagen) - Natriumacetatlösung (3 M, pH 5.2) - Ethanol (75 % und 100 %) - β-Mercaptoethanol - PVP-40 - flüssiger Stickstoff

- Sorbitolwaschpuffer: per 100 ml Sorbitolpuffer + 1 ml β-Mercaptoethanol + 1 g PVP-40

- Extraktionspuffer: per 10 ml 3xCTAB Puffer + 0.1 ml β-Mercaptoethanol + 0.1 g PVP-40

- 15 ml Falconröhrchen - 1,5 ml Reaktionsgefäße - Mörser und Pistill, Spatel - steriler Seesand - Waage (Sartorius BP 310S) - Thermomixer (Eppendorf Thermomixer compact) - Zentrifuge (Eppendorf Centrifuge 5804 R) - Zentrifuge (Variofuge 3.0 R) - Vakuumkonzentrator (Savant Speed Vac® SPD101B)

Natascha Wagner, Universität Kassel 27 Material und Methoden

2.2.1.2 Durchführung a) CTAB‐Methode

Das abgewogene Blattmaterial wurde mit Keramikmörser und Pistill unter Zugabe von flüssigem Stickstoff gemörsert und dadurch mechanisch aufgeschlossen. Durch die niedrigen Temperaturen werden mögliche enzymatische Reaktionen unterdrückt. Das pulverisierte Blattmaterial wurde in einem 60°C warmen Gemisch aus CTAB-Puffer und β- Mercaptoethanol suspendiert. Anschließend wurde Chloroform:Isoamylalkohol (24:1) zu den Proben gegeben und diese zum Emulgieren der Phasen einige Minuten geschwenkt. Nach dem anschließenden Zentrifugieren wurde zu der zuvor abgenommenen, oberen, wässrigen Phase kaltes Isopropanol gegeben, um die DNA auszufällen. Nach einigen folgenden Zentrifugations- und Waschschritten wurden die resultierenden DNA-Pellets getrocknet. Dies geschah entweder bei Zimmertemperatur oder in der Speedvac-Vakuumzentrifuge. Im Anschluss wurden zu den getrockneten Pellets TE-Puffer und 1 µl RNAse (10 mg/µl) gegeben und die Proben über Nacht inkubiert. b) Sorbitol‐Methode

Das frische bzw. getrocknete Pflanzenmaterial wurde mit flüssigem Stickstoff gemörsert (s.o.) und das pulverisierte Material in Falconröhrchen gefüllt. Nun wurde der Sorbitolwaschpuffer (inkl. PVP-40 und β-Mercaptoethanol) zu den Proben gegeben. Die Suspension wurde für 15- 20 min auf Eis inkubiert und dabei regelmäßig gemixt (etwa alle 5 min). Anschließend wurden die Proben bei 4.000 rpm (Variofuge 3.0 R) für 25 min bei 4°C zentrifugiert. Der Überstand wurde unter einem Abzug dekantiert und der Waschschritt zwei- bis dreimal wiederholt. Nach dem letzten Waschschritt wurde der Überstand abgeschüttet und je 600 µl vorgewärmter CTAB-Extraktionspuffer (60°C) und 30 µl Sarkosyl zugegeben. Dieses Gemisch wurde nun für 30-60 min bei 60°C im Wasserbad inkubiert und anschließend mit 600 µl Chloroform:Isoamylalkohol (24:1) extrahiert.

Nach einer Zentrifugation bei 4.000 rpm für 20 min bei Raumtemperatur wurde die klare, wässrige obere Phase in ein frisches 1,5 ml Reaktionsgefäß transferiert. Nun wurden etwa 1/10 vol. (~80 µl) Natriumacetatlösung und 2/3 vol. (~600 µl) kaltes Isopropanol zugegeben.

28 Phylogeographie und Populationsgenetik in Fosterella Material und Methoden

Für die Fällung der DNA wurden die Proben meistens über Nacht, jedoch mindestens für 60 Minuten bei -20°C inkubiert.

Nach der Fällung wurden die Proben für 20 min bei maximaler Geschwindigkeit bei 4°C zentrifugiert. Der Überstand wurde abgegossen, das Pellet zweimal mit 500 µl 70 %igem Ethanol gewaschen und anschließend bei max. Geschwindigkeit für 10 min bei Raumtemperatur zentrifugiert. Das Pellet wurde getrocknet und über Nacht in je 100 µl TE Puffer und 1 µl RNAse (10 mg/ml) bei Raumtemperatur gelöst.

Qualität und Menge der nach beiden Methoden erhaltenen DNA-Proben wurden mit einer Agarosegelelektrophorese (Abschnitt 2.2.3) und nachfolgender Ethidiumbromidfärbung abgeschätzt. Als Standard dienten parallel aufgetragene λ-DNA-Proben mit bekannter Konzentration.

2.2.2 Polymerase‐Kettenreaktion (PCR)

Mit der Polymerase-Kettenreaktion (PCR, polymerase chain reaction) können bestimmte Sequenzabschnitte der DNA vervielfältigt werden. Zwei Primer, die eine dem DNA-Strang komplementäre Basenabfolge besitzen, binden in gegenläufiger Orientierung an die zuvor denaturierte Templat-DNA (annealing). Anschließend verlängert eine thermostabile DNA- Polymerase den Strang vom Primer in Richtung 3´-Ende (elongation). Durch zyklisches Abwechseln zwischen Denaturierung, Annealing und Elongation wird eine exponentielle Vervielfältigung des DNA-Abschnittes erreicht (Mülhardt 2006). Um während der PCR eine universelle Ansatzstelle für Sequenzierprimer zu erzeugen, wurden in der vorliegenden Arbeit in der Regel PCR-Primer mit einem sogenannten M13-Tail am 5´-Ende verwendet. Die Sequenzen der M13-Tails (IRD700fwd und IRD800rev) sind am Ende der Tabelle 2.5 aufgeführt.

Natascha Wagner, Universität Kassel 29 Material und Methoden

Verwendete Lösungen, Materialien und Geräte

Templat-DNA (2-5 ng/µl) 10x PCR Puffer (Invitrogen) 200 mM Tris-HCL, pH 8,4 500 mM KCl

50 mM/25 mM MgCl2 (Invitrogen) Taq-DNA-Polymerase (5 U/µl, Invitrogen) dNTPs 1:1:1:1 Gemisch aus dATP, dGTP,dCTP und dTTP (2,5 mM, Roth) Primer mit M13-Tail (100 µM, Metabion) Primer ohne M13-Tail (100 µM, Metabion) BSA (Rinderserumalbumin) (Fermentas) DMSO Thermocycler T-Gradient und T1-Cycler (Biometra) 0,2 ml Reaktionsgefäße, PCR-Softstripes 1,5 ml Reaktionsgefäße

2.2.3 Agarosegelelektrophorese

Mithilfe der Agarosegelelektrophorese wurden nach Standardbedingungen (vgl. Sambrook & Russel 2001) sowohl die Qualität genomischer DNAs überprüft (vgl. 2.2.1), als auch amplifizierte PCR-Fragmente aufgetrennt. Für genomische DNA wurde eine Agarosekonzentration von 0,8 % und für PCR-Produkte eine Agarosekonzentration von 1,5 % verwendet. Die DNA in den Gelen wurde mit Ethidiumbromid angefärbt.

Verwendete Lösungen, Materialien und Geräte

0,5x TBE-Puffer 45 mM Tris-Base 45 mM Borsäure 1 mM EDTA, pH 8.0 Agarose NEEO (Roth) 0,8 % und 1,5 % in 0,5x TBE-Puffer Ladepuffer 40 % Glycerin (v/v) 0,1 % Bromphenolblau (w/v) 0,1 % Xylencyanol (w/v) in 0,5x TBE-Puffer Standards zur DNA-Quantifizierung λ-DNA (2, 5, 10, 20 und 50 ng/µl) Molekulargewichtsmarker 100 bp DNA-Ladder (Invitrogen) Ethidiumbromidlösung 1 µg/ml Ethidiumbromid in 0,5x TBE-Puffer Dokumentationssystem Biometra BioDocAnalyze

30 Phylogeographie und Populationsgenetik in Fosterella Material und Methoden

2.2.4 Aufreinigung der PCR‐Produkte

Um die PCR-Produkte vor der Sequenzierreaktion von Salzen und anderen möglichen Inhibitoren zu befreien, wurden sie mittels QIAquick® PCR Purification Kit (Qiagen) aufgereinigt. Wenn statt nur einer Bande zwei oder mehr distinkte Banden auf Agarose zu sehen waren, wurde die gewünschte Bande unter UV Licht aus dem Gel ausgeschnitten und mit dem QIAquick® Gel Extraction Kit (Qiagen) aufgereinigt. Es wurde jeweils nach der Anleitung der Kits vorgegangen.

2.2.5 Sequenzierung

Die Sequenzierung der DNA-Fragmente erfolgte nach der Kettenabbruch-Methode von Sanger et al. (1977) unter Verwendung einer thermostabilen DNA-Polymerase (cycle sequencing). Der Großteil der Sequenzierungen wurde auf einem LI-COR® Plattensequenzierer durchgeführt. Im Anschluss an die Sequenzierreaktion wurden die Proben auf ein hochauflösendes Polyacrylamid-Gel (PAA-Gel) aufgetragen. Für die Sequenzierreaktion wurden fluoreszenzmarkierte Primer verwendet (IRDye700 und IRDye800), so dass die resultierenden Fragmente mit einem Laser detektiert und sichtbar gemacht werden konnten. Vorwärts- und Rückwärtssequenz können wegen der unterschiedlichen Markierung gleichzeitig detektiert werden. Ein Teil der Proben wurde in externen Sequenzierlabors auf Kapillarsequenzierern (ABI, Applied Biosystems) sequenziert.

2.2.5.1 Verwendete Reagenzien, Materialien und Geräte (LI‐COR® Plattensequenzierer)

ULTRA PURE SequaGel® XR (ND) (enthält Acrylamid und Bisacrylamid) ULTRA PURE SequaGel® Complete Buffer reagent (ND) 10 % (w/v) Ammoniumpersulfat (APS)-Lösung (Sigma®) Elektrophorese-Puffer: 1 x TBE, pH 8,3 (90 mM Tris-Borat, 2 mM EDTA) Isopropanol A. bidest Formamid-Ladepuffer: 98 % Formamid (v/v) 0,025 % basisches Fuchsin (v/v) 10 mM EDTA 2 Gel-Platten / 2 Spacer / 2 Klemmen Haifischzahn-Kamm mit 64 Zähnen

Natascha Wagner, Universität Kassel 31 Material und Methoden

Für die Herstellung eines 6 %igen, 41 cm langen PAA-Gels wurden 20 ml SequaGel®XR- Lösung und 5 ml SequaGel-Puffer zusammen gegeben und die Polymerisation durch Zugabe von 200 µl APS-Lösung gestartet. Für die Sequenzierreaktionen wurden i. d. R. Primer verwendet, die an den M13-Tail der PCR-Primer binden (Tabelle 2.3). So wurde nur ein universelles Primerpaar für die Sequenzierreaktion benötigt. In einigen Fällen wurden alternativ fluoreszenzmarkierte locus-spezifische Primer für die Sequenzierung verwendet. Für die Sequenzierung auf dem Kapillarsequenzierer wurden unmarkierte Primer und fluoreszenzmarkierte ddNTPs benutzt.

Tabelle 2.3 Sequenzen der verwendeten Sequenzierprimer Primer Sequenz Fluoreszenzfarbstoff Referenz M13 – IRDye 700 (fluoresziert bei einer Fartmann at al. 5´‐ TGT AAA ACG ACG GCC AGT – 3´ IRD700 fwd Wellenlänge von 700 nm) (1999) M13 – IRDye 800 (fluoresziert bei einer Fartmann at al. 5´‐ CAG GAA ACA GCT ATG ACC – 3´ IRD800 rev Wellenlänge von 800 nm) (1999)

2.2.5.2 Durchführung

Für die Sequenzierung auf dem LI-COR® Plattensequenzierer wurde der M13-forward- Primer mit dem Fluoreszenzfarbstoff IRDye700 und der M13-Reverse-Primer mit IRDye800 markiert. Pro Reaktion wurden 2 µl M13-fwd-Primer [1 µM], 4 µl M13-rev-Primer [1 µM], 11,1 µl A. bidest, 0,9 µl DMSO und 3 µl PCR-Produkt zusammenpipettiert. Der M13-rev- Primer wurde wegen der schwächeren Fluoreszenz des IRDye800-Farbstoffs in doppelter Menge eingesetzt. Von diesem Mastermix wurden jeweils 4,5 µl zu je 1,5 µl ddNTP-Kit (A,G,C,T; Invitrogen) gegeben.

Die Sequenzieransätze wurden 5 Minuten bei 95°C denaturiert, gefolgt von 25 Zyklen á 30 Sekunden bei 95°C, 30 Sekunden bei 57°C und 1 Minute bei 72°C. Nach einer abschließenden Inkubation von 10 Minuten bei 72°C wurde das gleiche Volumen (6 µl) Formamidpuffer zu den Proben gegeben und dann 5 Minuten bei 85°C erneut denaturiert. Es wurden jeweils 0,6 µl Probe auf das zuvor gegossene PAA-Gel aufgetragen und der Gellauf gestartet.

Die erhaltenen Sequenzdaten wurden zunächst mit dem Programm e-SeqTM v1.2 ausgewertet und die Vorwärts- und Rückwärts-Sequenzen anschließend mit dem Programm AlignIR v1.2

32 Phylogeographie und Populationsgenetik in Fosterella Material und Methoden zu Konsensussequenzen verarbeitet. Die Konsensussequenzen aller Proben wurden ebenfalls mit Hilfe von AlignIR v1.2 zu multiplen Alignments zusammengestellt. Die in externen Sequenzierlabors durchgeführten Sequenzierungen wurden ebenfalls mit AlignIR Assembly und Alignment Software, v1.2 und v2.0 der Firma LI-COR® Biosciences ausgewertet. Mikrosatellitenbereiche und Inversionen wurden, da es sich um hochvariable, schnell evolvierende Bereiche handelt, entfernt. Lücken im Alignment wurden als „missing data“ betrachtet.

2.3 Test und Auswahl geeigneter DNA‐Abschnitte für die vergleichende Sequenzierung

2.3.1 Plastidäre Marker

In einer vorangegangenen Dissertation (Rex 2007) waren bereits vier Chloroplastenloci (atpB-rbcL, matK, psbB-psbH, rps16-Intron) für ein kleineres Datenset von Fosterella-Arten sequenziert worden. Dieser Datensatz wurde in der vorliegenden Arbeit um zwei Arten und 33 Akzessionen erweitert. Um eine 6-Locus-Phylogenie zu rekonstruieren, sollten zusätzlich zwei weitere informative Chloroplastenabschnitte identifiziert und für den gesamten Datensatz sequenziert werden.

2.3.1.1 Test potenzieller Kandidaten

Zu Beginn der Arbeit wurden zwölf plastidärer DNA-Abschnitte untersucht, die sich nach den Arbeiten von Shaw et al. (2005, 2007) für molekularsystematische Studien eignen. Die Amplifizierbarkeit der betreffenden Regionen in Fosterella und in nahe verwandten Gattungen der Unterfamilie Pitcairnioideae wurde mit Hilfe der in Tabelle 2.4 zusammengestellten Primerpaare getestet. Das Testset bestand aus drei Fosterella- und drei Deuterocohnia-Akzessionen sowie jeweils einer Akzession von Dyckia und Encholirium.

Natascha Wagner, Universität Kassel 33 Material und Methoden

2.3.1.2 Charakterisierung der ausgewählten Chloroplastenloci rpl32‐trnL und rps16‐trnK

Aufgrund der Ergebnisse der Vortests wurden zwei Chloroplastenmarker, die intergenischen Spacer rpl32-trnL und rps16-trnK, ausgewählt und in dieser Arbeit erstmals für Fosterella eingesetzt.

Tabelle 2.4 Liste aller getesteter cpDNA‐Regionen und Primerkombinationen. Die beiden für alle Taxa sequenzierten Marker sind in Fettdruck dargestellt. cpDNA Region Primer Sequenz Quelle rpl32 –trnL rpl32 fwd CAG TTC CAA AA A AAC GTA CTT C Shaw et al. (2007) trnL (UAG) rev CTG CTT CCT AAG AGC AGC GT Shaw et al. (2007) trnQ‐ rps16 trnQ (UUG) fwd GCG TGG CCA AGY GGT AAG GC Shaw et al. (2007) rps16 rev GTT GCT TTY TAC CAC ATC GTT T Shaw et al. (2007) trnV ‐ ndhC trnV (UAC) fwd GTC TAC GGT TCG ART CCG TA Shaw et al. (2007) ndhC rev TAT TAT TAG AAA TGY CCA RAA AAT ATC ATA TTC Shaw et al. (2007) ndhF – rpl32 ndhF fwd GAA AGG TAT KAT CCA YGM ATA TT Shaw et al. (2007) rpl32 rev CCA ATA TCC CTT YYT TTT CCA A Shaw et al. (2007) psbD‐trnT psbD fwd CTC CGT ARC CAG TCA TCC ATA Shaw et al. (2007) trnT (GGU) rev CCC TTT TAA CTC AGT GGT AG Shaw et al. (2007) psbJ ‐ petA psbJ fwd ATA GGT ACT GTA RCY GGT ATT Shaw et al. (2007) petA rev AAC ART TYG ARA AGG TTC AAT T Shaw et al. (2007) rps16‐trnK rps16 fwd AAA GTG GGT TTT TAT GAT CC Shaw et al. (2007) trnK (UUU) rev TTA AAA GCC GAG TAC TCT ACC Shaw et al. (2007) atpI‐atpH atpI fwd TAT TTA CAA GYG GTA TTC AAG CT Shaw et al. (2007) atpH rev CCA AYC CAG CAG CAA TAA C Shaw et al. (2007) petL‐psbE petL fwd AGT AGA AAA CCG AAA TAA CTA GTT A Shaw et al. (2007) psbE rev TAT CGA ATA CTG GTA ATA ATA TCA GC Shaw et al. (2007) trnS‐trnfM trnS (UGA)fwd GAG AGA GAG GGA TTC GAA CC) Shaw et al. (2005) trnfM (CAU) rev CAT AAC CTT GAG GTC ACG GG). Shaw et al. (2005) ndhA‐Intron ndhA fwd GCY CAA TCW ATT AGT TAT GAA ATA CC Shaw et al. (2007) ndhA rev GGT TGA CGC CAM ARA TTC CA Shaw et al. (2007) trnS‐trnG trnS (GCU) fwd AAC TCG TAC AAC GGA TTA GCA ATC Shaw et al. (2007) trnG (GUU) rev GAA TCG AAC CCG CAT CGT TAG Shaw et al. (2007) rpl32-trnL Der rpl32-trnL intergenische Spacer liegt auf der kleinen Single-copy- Region des Chloroplastengenoms (SSC). In den Untersuchungen von Shaw et al. (2007) wies dieser Locus die höchste durchschnittliche Variabilität und die durchschnittlich größte Zahl an informativen Merkmalen aller 34 getesteten Primerkombinationen auf. Seit seiner Veröffentlichung durch Shaw et al. (2007) wurde dieser Marker in zahlreichen Studien verwendet, so u. a. von Falchi et al. (2009) in Kombination mit anderen Markern für phylogeographische Untersuchungen in Cistus creticus, in Kombination mit anderen plastidären Markern von Meimberg et al. (2009) in der Gattung Aegilops (Poaceae), um Polyploidisierungsereignisse nachzuvollziehen, und

34 Phylogeographie und Populationsgenetik in Fosterella Material und Methoden

von Yang et al. (2010) für phylogenetische Untersuchungen in der Gattung Bambusa (Bambusoideae, Poaceae). Innerhalb der Bromeliaceae wurde er bisher nur für Deuterocohnia verwendet (Schütz 2012). rps16-trnK Der rps16-trnK intergenische Spacer liegt auf der großen Single-copy- Region des Chloroplastengenoms (LSC). Takahashi et al. (2005) nutzten diese Region für Untersuchungen in Saccharum (Poaceae). In der Arbeit von Shaw et al. (2007) steht dieser Marker an siebter Stelle, was die Zahl an parsimonie-informativen Merkmalen angeht. Der Marker rps16-trnK wurde sowohl für phylogenetische Untersuchungen verwendet (z. B. in der Unterfamilie Barnadesioideae der Asteraceae; Gruenstaeudl et al. 2009) als auch für biogeographische Arbeiten (z. B. in der Gattung Nolana aus den Solanaceae; Dillon et al. 2009). Innerhalb der Bromeliaceae wurde er bereits für Deuterocohnia eingesetzt (Schütz 2012).

2.3.1.3 Amplifikation der plastidären Marker

Für die Polymerase-Kettenreaktion der plastidären Marker wurden die in den Tabellen 2.4 bzw. 2.5 aufgelisteten Primerpaare verwendet. Aufgrund der Größe des rpl32-trnL-Fragments wurden für dessen Amplifikation zusätzlich interne Primer verwendet, die von Schütz (2012) für Deuterocohnia-Arten entwickelt worden waren. Die PCR wurde in 25 µl-Ansätzen durchgeführt und enthielt standardmäßig 1x PCR-Puffer, 1,5 mM MgCl2, 0,2 mM dNTPs, je 0,25 µM Primer, 0,5 µg/µl BSA, 0,1 U/µl Taq-DNA-Polymerase und DNA (Tabelle 2.6).

Tabelle 2.5 Liste der verwendeten Primerkombinationen Primer Sequenz (5´‐3´) Literatur (Quelle) atpB GAA GTA GTA GGA TTG ATT CTC Manen et al. (1994) rbcL CAA CAC TTG CTT TAG TCT CTG Manen et al. (1994) matK 5F ATA CCC TGT TCT GAC CAT ATT G Crayn et al. (2004) matK 2R AAC ATA ATG CAT GAA AGG ATC C Crayn et al. (2004) rps16‐Intron F GTG GTA GAA AGC AAC GTG CGA CTT Wallander & Albert (2000) rps16‐Intron R TGC GGA TCG AAC ATC AAT TGC AAC Oxelman et al. (1997) psbB fwd AGA TGT TTT TGC TGG TAT TGA Xu et al. (2000) psbH rev TTC AAC AGT TTG TGT AGC CA Xu et al. (2000) rpl32 Int rev TTT CAT ATC TAT CAC AAT TTC ATC A Schütz (2012) trnL Int fwd GAG ATT GAA ACT CTT TTG TTA TAT GC Schütz (2012) M13 fwd IRD 700 TGT AAA ACG ACG GCC AGT Fartmann at al. (1999) M13 rev IRD 800 CAG GAA ACA GCT ATG ACC Fartmann at al. (1999)

Natascha Wagner, Universität Kassel 35 Material und Methoden

Tabelle 2.6 Zusammensetzung der PCR‐Ansätze für die Amplifikation plastidärer Loci Stammlösung Endkonzentration Pro Reaktion [µl] A.bidest ‐ ‐ 13,25 PCR‐Puffer 10x 1x 2,5 MgCl2 50 mM 1,5 mM 1,5 dNTPs 2,5 mM 0,2 mM 2 Primer fwd 10 µM 0,25 µM 0,625 Primer rev 10 µM 0,25 µM 0,625 BSA 5 µg/µl 0,2 µg/µl 1 Taq‐Polymerase 5 U/µl 0,1 U/µl 0,5 DNA‐Templat ca. 2 ng/µl 1‐2 Gesamtansatz 25 µl

Das universelle PCR-Programm für alle sechs Chloroplastenloci war wie folgt: 5 min bei 80°C, 30x [1 min bei 94°C, 1 min bei 52°C, 2 min bei 65°C], 5 min bei 65°C

Die PCR-Produkte wurden zusammen mit einem 100 bp-Ladder (Molekulargewichtsmarker) auf Agarosegelen aufgetrennt.

2.3.2 Nukleäre single‐copy Loci

2.3.2.1 Test potenzieller Kandidaten

Neben plastidären Markern sollten für die phylogenetischen Untersuchungen der Gattung Fosterella auch ein oder mehrere nukleäre single-copy Gene verwendet werden. Da sich der interne transkribierte Spacer (ITS) der ribosomalen Gene (rDNA) innerhalb der Bromeliaceae als schwierig und/oder wenig variabel erwies (Barfuss et al. 2005b; Schütz 2012, eigene Vorarbeiten), wurde in den letzten Jahren verstärkt nach alternativen Kernbereichen für phylogenetische Studien innerhalb der Familie gesucht. Erste Arbeiten mit nukleären Markern innerhalb der Bromeliaceae wurden vor kurzem veröffentlicht (Schulte et al. 2009, Phosphoribonuklease, PRK; Jabaily & Sytsma 2010, Phytochrom C, PHYC, Puya; Sass & Specht 2010, RNA-Polymerase II, RPB2, Bromelioideae, Aechmea und Chew et al. 2010, rDNA/ITS, Tillandsioideae, Tillandsia).

Um geeignete Kandidaten zu finden, wurde ein Testset bestehend aus vier Fosterella- Akzessionen (F. albicans, F. penduliflora, F. micrantha, F. villosula) und jeweils einer Akzession von Deuterocohnia (D. longipetala) und Pitcairnia (P. loki-schmidtiae) zusammengestellt. An diesem Testset wurden elf nukleäre Loci auf Amplifizier- und

36 Phylogeographie und Populationsgenetik in Fosterella Material und Methoden

Sequenzierbarkeit getestet. Die Laborversuche wurden im Jodrell Laboratory, Kew, London im Rahmen eines sechswöchigen Forschungsaufenthalts durchgeführt, der durch ein SYNTHESYS Stipendium finanziert wurde. Die Primersequenzen der getesteten Loci sind Tabelle 2.7 zu entnehmen.

Tabelle 2.7 Übersicht der Primersequenzen der getesteten nukleären Loci

Locus Primer Sequenz Quelle Xanthin‐ x497F TTG TGA TGT CGA TGT ATG C F. Forest (pers. Mitt.) Dehydrogenase (Xdh) 551F GAA GAG CAG ATT GAA GA(AT) (TA)GCC F. Forest (pers. Mitt.) x1869R CGA AAY TCM ACC ATT CCM CCA GG F. Forest (pers. Mitt.) 1872R CGA AAY TCM ACC ATT CCM CC F. Forest (pers. Mitt.) 1591R AA (TC)TGG AGC AAC TCC ACC A F. Forest (pers. Mitt.) Glutamatsynthase (GS) 687F GAT GCT CAC TAC AAG GCT TG F. Forest (pers. Mitt.) 994R AAT GTG CTC TTT GTG GCG AAG F. Forest (pers. Mitt.) RNA Polymerase II Int 23F CAA CTT ATT GAG TGC ATC ATG G Loo et al. (2006) (RPB2), Intron 23 Int 23R CCA CGC ATC TGA TAT CCA C Loo et al. (2006) Floricaula/Leafy LFslx‐3F GCC GGC IMG IGG IAA RAA YGG IYT IGA Fröhlich & Meyerowitz (FLO/LFY) (1997) LFtx‐R CCT GCC IAC RTA RTG ICK CAT YTT IGG Fröhlich & Meyerowitz YTT (1997) Malatsynthase (MS) 400F GGA AGA TGR TCA TCA AYG CNC TYA AYT C Joly & Bruneau (2006) Intron 2 943R TTN ACR TAG CTG AAD ATR TAR TCC C Joly & Bruneau (2006) Alkoholdehydrogenase 2140F CAG ATC TCA AAC CAG GAG ACC F. Forest (pers. Mitt.) (Adh) 3490R AGC AGA GAT CAT GGC GTT GAC F. Forest (pers. Mitt.) MADS1, Exon 3‐7 Mads1 351F GGA CTT TGG AAC ATG CTA AGC F. Forest (pers. Mitt.) Mads Ni 640R AGA TGA TCA TGG CTC TGT TGC F. Forest (pers. Mitt.) Globosa‐Protein 1 Nglo 3613F ATG ATG TTG GAA GAT GCC CTT G F. Forest (pers. Mitt.) (GLO/PI) Exon 3‐6 GlobNi 445R TGC TTG CTA TCT CTA GTT GCC F. Forest (pers. Mitt.) Chalconsynthase (CHS) Chsx1F AGG AAA AAT TCA AGC GCA TG F. Forest (pers. Mitt.) ChsX2RN TTCAGTCAAGTGC ATGTAACG F. Forest (pers. Mitt.) Nitratreduktase NIA i3F AAR TAY TGG TGY TGG TGY TTY TGG TC Howarth & Baum (2002) Intron 3 (NIA) NIA i3R GAA CCA RCA RTT GTT CAT CAT DCC Howarth & Baum (2002)

Phytochrom C phyc515f2 AAGCCCTTYTACGCTATCCTGCACCG Barfuss et al. unpub. Exon 1 (PHYC) phyc524f GCTATCCTGCACCGGATCGAYGT Barfuss et al. unpub.

phyc974f2 GCTCCTCACGGCTGCCACGCTCA Barfuss et al. unpub. phyc1145r CCTGMARCARGAACTCACAAGCATATC Barfuss et al. unpub. phyc1690r TCAACATCTTCCCAYGGGAGGCT Barfuss et al. unpub.

phyc1699r2 ATWGCATCCATTTCAACATCTTCCCA Barfuss et al. unpub.

Natascha Wagner, Universität Kassel 37 Material und Methoden

2.3.2.2 Auswahl der verwendeten nukleären Loci

In den Vorexperimenten wurden die besten Ergebnisse für die Loci FLO/LFY, NIA-i3 und PHYC erzielt. Diese wurden deshalb für ein erweitertes Probenset sequenziert. PHYC wurde schließlich für alle Fosterella-Proben sequenziert.

FLO/LFY Der ubiquitär in Blütenpflanzen vorkommende Transkriptionsfaktor LEAFY reguliert die florale Meristemidentität. Das Gen floricaula/leafy (FLO/LFY) liegt in den meisten Angiospermen nur in einer Kopie vor und ist nicht wie viele andere regulatorische Gene in einer Genfamilie organisiert (Baum et al. 2005). Fröhlich & Meyerowitz (1997) entwickelten universelle Primer für die Amplifikation des zweiten Introns. Seitdem wurde FLO/LFY erfolgreich für molekularsystematische Untersuchungen in verschiedenen Pflanzenfamilien benutzt, u. a. in den Araceae (Grob et al. 2004). Erst in jüngster Zeit fand es auch in den Bromeliaceae Verwendung (Gattung Alcantarea, Tillandsioidea, Versieux et al. 2012).

NIA –i3 Das Enzym Nitratreduktase katalysiert in Pflanzen die erste Reaktion der Aufnahme von Stickstoff aus dem Boden, nämlich die Reduktion von Nitrat zu Nitrit. Das Gen, das für dieses Enzym codiert, besitzt drei Introns, wovon das dritte Intron ausschließlich in Angiospermen zu finden ist. Dieses Intron ist verhältnismäßig lang für ein pflanzliches Intron. Howarth & Baum (2002) entwickelten flankierende Primer für die Amplifikation des dritten Introns und testeten es in der Gattung Scaevola (Goodeniaceae). Seitdem wurde NIA-i3 in einer Reihe von molekularsystematischen Studien verwendet, so u. a. in Pistacia (Anacardiaceae, Yi et al. 2008) und in polyploiden Kartoffelarten (Solanum Sect. Petota, Rodríguez & Spooner 2009).

PHYC Phytochrome sind Photorezeptoren für rötliches Licht in Landpflanzen. Die Genfamilie, die für Phytochrom codiert, hat in Angiospermen fünf Mitglieder: phyA bis phyE. Die phy-Sequenzen erwiesen sich bereits in vielen Pflanzenfamilien für Verwandtschaftsuntersuchungen als nützlich, so z. B. in den Phyllanthaceae (Samuel et al. 2005). Das Gen phyC enthält drei Introns und ist insgesamt etwa 4.000 bp lang (A. thaliana, Genbank NC003076).

38 Phylogeographie und Populationsgenetik in Fosterella Material und Methoden

Innerhalb der Bromeliaceae wurde das erste Intron von phyC bereits in Puya (Jabaily et al. 2010) und Deuterocohnia (Schütz 2012) für Analysen auf Artebene verwendet.

2.3.2.3 Amplifikation der nukleären Loci

Die PCR-Bedingungen wurden für jeden der getesteten nukleären Loci individuell optimiert. Die Reaktionen wurden in 20 µl oder 25 µl-Ansätzen durchgeführt, deren jeweilige Zusammensetzung der Tabelle 2.8 zu entnehmen ist.

Tabelle 2.8 Endkonzentrationen der Einzelkomponenten der PCR‐Ansätze für die Amplifikation der nukleären Loci (außer PHYC). Zur Nomenklatur der Loci vgl. Tabelle 2.7. Für die Amplifikation der Loci MS und Adh wurden die gleichen Konzentrationen eingesetzt.

Stammlösung Endkonzentration Xdh GS RPB2 FLO/ MS und MADS GLO/PI Chs NIA LFY Adh PCR Puffer 5x 1x 1x 1x 0,8x 0,8x 1x 1x 0,8x 0,8x

MgCl2 [mM] 25 1 1 2,5 1 1 2,5 2,5 1,25 1 dNTPs [mM] 2,5 0,05 0,05 0,05 0,04 0,04 0,05 0,05 0,04 0,04 DMSO 100 % 4 % ‐ ‐ 3,2 % 3,2 % 4 % 4 % ‐ ‐ BSA [µg/µl] 1 0,036 0,04 0,1 0,04 0,04 0,1 0,1 0,04 0,04 Primer F [µM] 10 0,2 0,2 0,375 0,4 0,4 0,25 0,5 0,4 0,4 Primer R [µM] 10 0,2 0,2 0,375 0,4 0,4 0,25 0,5 0,4 0,4 Taq‐DNA‐ Polymerase 5 0,08 0,08 0,1 0,08 0,05 0,0625 0,0625 0,05 0,05 [U/µl] DNA [ng/µl] ~50 2 2 2 2 2 2 2 2 2

Der Reaktionsansatz für die Amplifikation von PHYC ist Tabelle 2.9 zu entnehmen. Das Fragment wurde in zwei Abschnitten amplifiziert. Für den Teil A wurden die Primer phyC524f und phyC1145r verwendet, für den Teil B die Primer phyC 974f2 und phyC 1690r (vgl. Tabelle 2.7).

Natascha Wagner, Universität Kassel 39 Material und Methoden

Tabelle 2.9 Reaktionsansatz für die Amplifikation von PHYC Stammlösung Endkonzentration je Ansatz [µl] A.bidest ‐ ‐ 9,9 PCR‐Puffer 5x 1x 4 MgCl2 50 mM 1,5 mM 0,6 dNTPs 2,5 mM 0,2 mM 1,6 Primer fwd 10 µM 0,25 µM 0,5 Primer rev 10 µM 0,25 µM 0,5 DMSO 100 % 2,5 % 0,5 Taq‐Polymerase 5 U/µl 0,1 U/µl 0,4 DNA‐Template 25‐50 ng/µl ca. 2 ng/µl 2 Gesamtansatz 20 µl

Die PCR-Bedingungen für die Amplifikation der nukleären Loci wurden in Anlehnung an die jeweilige Quelle der Primer (Veröffentlichung oder pers. Mitteilung, vgl. Tabelle 2.7) wie folgt für den jeweiligen Marker optimiert.

Xdh 3 min bei 94°C, 6x [45 s bei 94°C; 45 s bei 53-47°C (je Zyklus -1°C); 1 min bei 72°C], 27x [45 s bei 94°C; 45 s bei 47°C, 1 min bei 72°C], 10 min bei 72°C

GS 3 min bei 94°C, 38x [1 min bei 94°C, 1 min bei 50°C, 2 min bei 72°C], 7 min bei 72°C

RPB2 4 min bei 94°C, 32x [1 min bei 94°C, 1 min bei 54,2°C, 2 min bei 72°C], 7 min bei 72°C

FLO/LFY 3 min bei 95°C, 38x [30 s bei 95°C, 1 min bei 50°C, 2 min bei 72°C], 7 min bei 72°C

MS 4 min bei 94°C, 38x [1 min bei 94°C, 1 min bei 52°C, 2 min bei 72°C], 7 min bei 72°C

Adh 2 min bei 95°C, 35x [1 min bei 95°C, 1 min bei 50°C, 2 min bei 72°C], 9 min bei 72°C

MADS 3 min bei 94°C, 35x [1 min bei 94°C, 1 min bei 50°C, 2 min bei 72°C], 7 min bei 72°C

GLO/PI 3 min bei 94°C, 35x [1 min bei 94°C, 1 min bei 52°C, 1 min bei 72°C], 7 min bei 72°C

Chs 5 min bei 95°C, 35x [1 min bei 95°C, 1 min bei 51°C, 2 min bei 72°C], 15 min bei 72°C

NIA 3 min bei 94°C, 13x [30 s bei 94°C, 1 min bei 62-49°C (je Zyklus -1°C), 1 min bei 72°C], 20x [30 s bei 94°C, 1 min bei 49°C, 1 min bei 72°C] 7 min bei 72°C

PHYC Teil A 2 min bei 94°C, 15x [ 15 s bei 94°C, 30 s bei 59°C, 2 min bei 70°C (ramp 1°C/ s)], 25x [15 s bei 94°C, 30 s bei 59°C, 2 min + 10 s/ Zyklus bei 70°C (ramp 1°C/ s)], 8 min bei 70°C

PHYC Teil B 2 min bei 94°C, 43x [30 s bei 94°C, 30 s bei 50°C, 2 min bei 72°C], 8 min bei 72°C

40 Phylogeographie und Populationsgenetik in Fosterella Material und Methoden

2.4 Phylogenetische Auswertung und Analysen

2.4.1 Indelkodierung

Indels haben durchaus einen informativen Wert bei der Berechnung von Phylogenien (u .a. Simmons & Ochoterena 2000). Um diesen Informationsgehalt zu nutzen, wurden die im multiplen Alignment enthaltenen Indels kodiert. Dies geschah mit dem Programm Seqstate (Müller 2005). Es wurde das im Programm implizierte "simple indel coding" (SIC)-Verfahren nach Simmons & Ochoterena (2000) verwendet. Die resultierende 0/1-Matrix wurde an das Alignment angehängt. Die Analysen wurden jeweils mit und ohne kodierte Indels durchgeführt.

2.4.2 Neighbour Joining‐Analyse

Die Neighbour Joining-Analyse (Saitou & Nei 1987) ist eine Distanzanalyse und gehört zu den phänetischen Methoden. Die Analyse basiert auf paarweisen Distanzen und wurde mit Standardeinstellungen mit der Software PAUP* v4.0b10 (Swofford 2001) durchgeführt.

2.4.3 Haplotypennetzwerke

Netzwerke spielen besonders für phylogeographische Analysen eine wichtige Rolle. Aber auch in phylogenetischen Analysen mit geringer Auflösung bieten Netzwerke eine wertvolle Alternative (Wagner 2007). Anders als in einem phylogenetischen Stammbaum stehen hier die untersuchten Taxa nicht nur an den Zweigenden, sondern können auch interne Knoten besetzen. In der vorliegenden Arbeit wurden Haplotypennetzwerke auf der Basis der Plastidsequenzdaten jeweils ergänzend zu den Phylogenien für die Akzessionen der penduliflora-Gruppe und der micrantha-Gruppe berechnet.

Die Berechnung der Netzwerke erfolgte mit dem Computerprogramm TCS, v1.18 (Clement et al. 2000). Sie basiert auf der „statistical parsimony-Methode“ (Templeton et al. 1992). Das multiple Alignment wird in das Programm importiert und die Sequenzen werden dort zu Haplotypen zusammengefasst. Die Häufigkeit aller Haplotypen wird ermittelt und eine paarweise Distanzmatrix auf der Basis der Anzahl von Mutationsschritten erstellt, die jeweils zwei Haplotypen voneinander trennen. Die Anzahl der Mutationsschritte stellt die maximale

Natascha Wagner, Universität Kassel 41 Material und Methoden

Anzahl an Verbindungslinien dar, mit der zwei Haplotypen nach dem Parsimonie-Kriterium im Netzwerk miteinander verbunden sind.

2.4.4 Maximum Parsimony‐Analyse (MP)

Im Gegensatz zu den Distanzanalysen beruhen die kladistischen Methoden unmittelbar auf den Merkmalen selbst. Ein Standardverfahren der Kladistik ist die Maximum Parsimonie- Analyse (MP, Edward & Cavalli-Sforza 1963). Dabei wird nach dem Sparsamkeitsprinzip vorgegangen und nach demjenigen Baum gesucht, der den gegebenen Datensatz mit der geringsten Anzahl an evolutiven Schritten erklärt (Knoop & Müller 2006). Werden mehrere kürzeste Bäume gefunden, so können diese zu Konsensusbäumen zusammengefasst werden (s.u.).

Für die gegebenen Sequenzdatensätze wurde die MP-Analyse mit der Software PAUP* vA.0b10 (Swofford 2001) durchgeführt. Die heuristische Suche wurde mit 100 zufälligen Wiederholungen durchgeführt. Dabei wurde das TBR (tree-bisection-reconnection) branchswapping verwendet. Es wurden bis zu 500 Bäume pro Wiederholung gespeichert. Lücken im Alignment (gaps) wurden als missing data betrachtet. Am Ende der heuristischen Suche wurden die Konsensusbäume (Strict-, Semistrict, Majority-Rule (50 %) und Adams- Konsensusbaum) gespeichert. Die Bootstrap-Analyse zur statistischen Bewertung der einzelnen Knoten der resultierenden Bäume (Felsenstein 1985), wurde mit 1.000 Pseudoreplikaten durchgeführt, ebenfalls mit TBR. Die Bootstrapwerte wurden auf den 50 % Majority-Rule-Konsensusbaum kartiert.

2.4.5 Maximum Likelihood‐Analyse (ML)

Ein weiteres Verfahren ist die Maximum Likelihood-Analyse (ML). Basierend auf einem zuvor ermittelten Evolutionsmodell wird dabei von einem Computerprogramm die Wahrscheinlichkeit (Likelihood) verschiedener Parameter über den ganzen Baum hinweg maximiert. Das optimale Evolutionsmodell wurde mit Modeltest v3.7 (Posada & Crandall 1998) oder MrModeltest v2.3 (Nylander 2004) basierend auf dem Akaike Information Criterion (AIC) ermittelt. Der Test wurde separat für die kodierenden und nichtkodierenden Chloroplastensequenzbereiche durchgeführt. In beiden Fällen wurde das GTR+G+I (General- Time-Reversible)-Modell als passendes Substitutionsmodell gewählt. Für die kodierte

42 Phylogeographie und Populationsgenetik in Fosterella Material und Methoden

Indelmatrix wurde das BINGAMMA-Substitutionsmodell angewendet. Für den nukleären Marker PHYC wurde ebenfalls das Substitutionsmodell GTR+I+G als optimales Modell ermittelt und verwendet.

Da Maximum Likelihood-Analysen sehr lange Rechenzeit benötigen, wurden die ML- Analysen mit dem zeitsparenden RAxML v7.2.6-Verfahren (Stamatakis 2006) impliziert in raxmlGUI (Silvestro & Michalak 2012) durchgeführt. Die Bootstrap-Analysen wurden jeweils mit den gleichen Einstellungen für 1.000 Pseudoreplikate durchgeführt.

2.4.6 Bayes´sche Analyse

Die Bayes´sche Analyse wurde bereits 1978 von Felsenstein für phylogenetische Analysen entwickelt. Erst in den letzten Jahren ist sie zu einer der Standardmethoden zur Auswertung von vergleichender Sequenzierung geworden. Wie bei ML muss zunächst ein geeignetes Substitutionsmodell ermittelt werden, das der Analyse zugrunde liegt. Die besten Bäume haben den höchsten Posterior-Probability-Wert (PP), der als Optimalitätskriterium der Berechnung dient. Die PP-Werte können mit einem heuristischem Rechenverfahren, dem MCMC (Markov Chain Monte Carlo) Ansatz ermittelt werden (Knoop & Müller 2006). Mit dem Programm MrModeltest v2.3 (Nylander 2004) wurde zunächst das beste Substitutionsmodell ermittelt. Dazu wurden die Daten partitioniert (kodierender und nichtkodierender Sequenzbereich, sowie Indelmatrix). Das Modell GTR+G+I wurde für die Sequenzdaten des Chloroplastenalignments sowie für den nukleären Marker PHYC verwendet. Auf die Indelmatrix der 6-Locus-Analyse wurde das Standardmodell mit Gammaverteilung (gamma distribution for rate heterogeneity) angewandt. Mit dem Programm MrBayes v3.2 (Ronquist & Huelsenbeck 2003) wurde dann die Bayes´sche Analyse durchgeführt. Vier unabhängige MCMC-Ketten mit drei "heated chains" (Temperatur- Parametereinstellung 0,4) und einer "cold chain" wurden für 10 Mio. Generationen gestartet und die Bäume jeder 1.000sten Generation gespeichert. Die ersten zwei Millionen Läufe wurden als sogenannter "burn-in" verworfen. Aus den verbleibenden Läufen wurde ein Konsensusbaum mit Posterior-Probability-Werten als statistische Unterstützung der Knoten konstruiert.

Natascha Wagner, Universität Kassel 43 Material und Methoden

2.4.7 Datierte Phylogenien

Um Phylogenien mit erdgeschichtlichen Ereignissen in Verbindung zu setzen und Aussagen über die zeitliche Abfolge der Entstehung von Arten und Artengruppen zu treffen, ist eine datierte Phylogenie unerlässlich. Die Grundidee der molekularen Uhr ist schon relativ alt (Zuckerkandl & Pauling 1965). Mittlerweile ist die Verwendung molekularer Uhren aus der modernen Systematik nicht mehr wegzudenken. Es wird generell zwischen "strict molecular clocks", "relaxed molecular clocks" und "Bayesian relaxed phylogenetics" unterschieden (Knoop 2009). Neben der Wahl eines geeigneten Modells ist die zeitliche Kalibrierung ein wichtiger Punkt. Dazu muss das absolute Mindest- oder Maximalalter eines oder mehrerer Knoten bekannt sein. Solche Informationen kann man z. B. über Fossilien oder erdgeschichtliche Ereignisse bekannten Alters (z. B. Entstehung vulkanischer Inseln) erhalten. Meist werden die Phylogenien direkt mit Fossilien kalibriert. Wenn, wie im Fall von Fosterella und allen anderen Bromeliaceen, keine Fossilien zur Verfügung stehen, kann man Bäume auch indirekt kalibrieren. Givnish et al. (2004, 2011) haben mithilfe indirekter Datierung eine erste datierte Phylogenie der Familie Bromeliaceae erstellt, indem sie Fossilien aus anderen Familien der monokotylen Pflanzen verwendeten, eine umfangreiche Phylogenie der Monokotyledonen berechneten und daraus das Alter der einzelnen Familien ableiteten. In ihren Berechnungen der Bromeliaceae waren aber nur zwei Fosterella- Akzessionen enthalten. Durch die Anwendung sekundärer Kalibrierungspunkte aus Givnish et al. (2004) konnte in der vorliegenden Arbeit eine ausführliche datierte Phylogenie für Fosterella erstellt werden.

Für das Erstellen des ultrametrischen Baums wurde ein reduziertes Datenset verwendet. Es wurde nur eine Akzession je monophyletischer Art verwendet. Für Arten, deren Akzessionen kein Monophylum darstellten, wurde je ein Vertreter jeder Gruppe mit einbezogen. Das reduzierte Datenset enthielt 27 Fosterella-Akzessionen (24 Arten). Die Diversifizierungs- zeiten wurden mit dem "Bayesian lognormal relaxed clock"-Verfahren, implimentiert in BEAST v1.5.4 (Drummond & Rambaut 2007) ermittelt. Es wurde eine "lognormal rate variation" mit einem "pure-birth (Yule)"-Modell vor dem Spezifizierungsprozess verwendet. Die Bäume wurden mit zwei sekundären Kalibrierungspunkten aus Givnish et al. (2004) kalibriert, wonach das Alter der Stammgruppe (stem group) von Fosterella mit 14,1 Mio. Jahren angegeben wird und die Krongruppe (crown group) vor 10,5 Mio. Jahren mit der Diversifizierung begann. Die BEAST-Analyse wurde mit 15 Mio. MCMC Generationen

44 Phylogeographie und Populationsgenetik in Fosterella Material und Methoden durchgeführt, jede 1.000ste Generation wurde gespeichert. Die Parameter und Einstellungen wurden aus der Bayes´schen Analyse verwendet (s. Abschnitt 2.4.6).

2.4.8 Biogeographische Analysen

Die historische Biogeographie beschäftigt sich mit der Verbreitungsgeschichte von Arten unter Einbeziehung der Veränderung geographischer Gebiete in einem phylogenetischen Kontext. Dabei wird u. a. versucht, die heutigen Verbreitungsmuster auf Vikarianz und oder (Fern-)Ausbreitung zurückzuführen. Seit einiger Zeit stehen Algorithmen und Computerprogramme zur Verfügung, mit denen die ursprüngliche Verbreitung einer taxonomischen Einheit rekonstruiert werden kann (ancient area mapping). Generell wird dafür auf Basis eines ultrametrischen Baumes und der aktuellen Verbreitung der Arten auf die potenzielle ursprüngliche Verbreitung geschlossen. Dafür werden verschiedene mathematische Ansätze benutzt, u. a. der Maximum Parsimonie-Ansatz (Programm DIVA, Dispersal Vicariance Analysis, Ronquist 1997, Nylander et al. 2008, Yu et al. 2010) und der Maximum Likelihood-Ansatz (Programm Lagrange, Likelihood analysis of geographic range evolution, Ree & Smith 2008).

In der vorliegenden Arbeit wurde das Dispersal-Extinction-Cladogenesis Model (DEC) angewendet, wie es in der Software Lagrange v2.0.1 (Ree & Smith 2008) implementiert ist. Dazu wurden vier geographische Gebiete definiert: (A) Anden (inklusive präandiner, tiefer liegender Bereiche), (B) azonale Standorte des Brasilianischen Schilds, (C) Zentralamazonasgebiet und (D) Mittelamerika (Abb. 2.1).

Neben den ursprünglichen Verbreitungsgebieten sollten auch die ursprünglichen, von Fosterella besiedelten Biome durch eine Biom-Analyse bestimmt werden. Als die beiden Hauptbiome, in denen Fosterella heute vorkommt, wurden die Yungas und die saisonalen tropischen Trockenwälder (saisonally dry tropical forests, SDTFs) angegeben. Als drittes Biom wurden die azonalen Standorte des brasilianischen Schilds definiert. Es wurde sowohl für die Biom-Analyse als auch für die biogeographische Analyse das "stochastic mapping (SM)"-Verfahren angewendet. Das ist eine Bayes´sche Anwendung für ursprüngliche Merkmalsrekonstruktion (Huelsenbeck et al. 2003). Auf der Basis eines Sets von 1.000 zufälligen Bäumen der BEAST "posterior distribution" wurden durch Benutzung des Programms Simmap v1.5 (Bollback 2006) die "posterior ancestral areas" abgeleitet. Für jeden

Natascha Wagner, Universität Kassel 45 Material und Methoden

Baum wurden 1.000 stochastische Karten (stochastic maps) erstellt. Eine zweite Biom- Analyse wurde mit dem Programm Mesquite v2.73 (Maddison & Maddison 2010) durchgeführt, in dem Fitch Parsimony als Analysemethode enthalten ist.

Abb. 2.1 Geographische Kodierung des rezenten Verbreitungsgebiets von Fosterella für die biogeographischen Analysen

46 Phylogeographie und Populationsgenetik in Fosterella Material und Methoden

2.5 AFLPs ‐ Amplified Fragment Length Polymorphisms

Zur Klärung der Verwandtschaftsverhältnisse innerhalb der micrantha und penduliflora- Gruppe wurde jeweils eine AFLP-Analyse (amplified fragment length polymorphisms) durchgeführt (Vos 1995, Schulte et al. 2010). Das dafür verwendete Pflanzenmaterial ist der Tabelle 2.2 zu entnehmen.

2.5.1 Prinzip der Methode

Die AFLP-Technik basiert auf dem Prinzip der selektiven Amplifikation von DNA- Fragmenten, die nach dem Verdau genomischer DNA mit Restriktions-Endonukleasen entstanden sind. Nach elektrophoretischer Auftrennung auf einer hochauflösenden Matrix (PAA-Gel, Kapillare) entsteht ein mehr oder weniger komplexes Banden- bzw. Peakmuster. Polymorphismen der amplifizierten Fragmente können zur Rekonstruktion von Verwandtschaftsverhältnissen und zu Populationsanalysen verwendet werden (Kardolus et al. 1998, Weising et al. 2005). Die gesamte genomische DNA wird zunächst mit zwei verschiedenen Restriktionsenzymen verdaut. Gewöhnlich werden ein „rare cutter“, z. B. HindIII, und ein häufiger schneidendes Enzym, ein sogenannter „frequent cutter“, z. B. MseI, eingesetzt. An die nach dem Schneiden entstehenden "sticky ends" wird jeweils ein doppelsträngiger Adapter ligiert. Der Adapter dient für die Primer der nachfolgenden PCR- Amplifikation als Bindestelle. Die verwendeten Primer tragen am 3´-Ende selektive Basen, die ins Innere des Restriktionsfragmentes hineinragen. Durch die Anzahl der selektiven Basen kann die durchschnittliche Zahl der amplifizierten Fragmente beeinflusst werden. Üblicherweise werden bei Pflanzen zwei Primer mit je drei selektiven Basen verwendet. Oft wird dem eigentlichen Amplifikationsschritt eine Präamplifikation mit einer oder zwei selektiven Basen vorgeschaltet. Durch Fluoreszenzmarkierung eines der beiden Primer können die entstehenden Fragmente während der Elektrophorese sichtbar gemacht werden.

Die AFLP-Analyse umfasst standardmäßig vier Schritte: 1) Restriktion und Ligation 2) Präamplifikation mit einer selektiven Base 3) Amplifikation mit drei selektiven Basen 4) Fragmentanalyse durch ektrophoretische Auftrennung

Natascha Wagner, Universität Kassel 47 Material und Methoden

Es wurden für die AFLPs die Restriktionsenzyme HindIII und MseI verwendet. Für die Präamplifikation wurden Primer mit jeweils einer selektiven Base, für die Amplifikation Primer mit jeweils drei selektiven Basen verwendet (vgl. Tabelle 2.12).

2.5.2 Verwendete Reagenzien und Materialien

- 10x T4 Ligasepuffer mit ATP - HindIII Adapter [2,5 µM] - MseI Adapter [25 µM] - NaCl [0,5 M] - BSA [1 µg/µl]

- T4 DNA Ligase [5 U/µl] - HindIII [10 U/µl] - MseI [10 U/µl] - 10x PCR-Puffer (Peqlab blue)

- MgCl2 [25 mM] - dNTPs [2 mM] - Taq-DNA-Polymerase [5U/µl] (Peqlab)

- Thermocycler T-Gradient und T1-Cycler (Biometra) - 0,2 ml Reaktionsgefäße, PCR-Softstrips - 1,5 ml Reaktionsgefäße - 96er Mikrotiterplatte

2.5.3 Restriktion und Ligation

Die genomische DNA wurde auf ca. 30 ng/µl verdünnt. Die Restriktion mit den Enzymen HindIII und MseI und die Ligation der Adapter wurden im selben Reaktionsansatz durchgeführt (Tabelle 2.10). Nach 12 Stunden Inkubation im Thermocycler bei 37°C wurden die Proben für 20 Minuten bei 80°C behandelt und die Enzyme dadurch zerstört. Von den verdauten Proben wurden Aliquots 1:10 mit Wasser verdünnt (90 µl A. bidest und 10 µl Re/Li Produkt) und bei -20°C gelagert.

48 Phylogeographie und Populationsgenetik in Fosterella Material und Methoden

Tabelle 2.10 Reaktionsansatz für die Restriktion/Ligation im Rahmen der AFLP‐Analyse Konzentration Menge Endkonzentration 1x [µl] Genomische DNA 30 ng/µl 13,4 16,08 ng/µl 10x T4 Ligasepuffer mit ATP 10x 2,5 1x NaCl 0,5 M 2,5 0,05 M BSA 1 µg/µl 1,25 0,05 µg/µl MseI Adapter 25 µM 1 1 µM HindIII Adapter 2,5 µM 1 0,1 µM T4 DNA Ligase 5 U/µl 0,25 0,05 U/µl HindIII 10 U/µl 0,5 0,2 U/µl MseI 10 U/µl 0,5 0,2 U/µl H2O ‐ 2,1 ‐ Summe 25

2.5.4 Präselektive Amplifikation

Die 1:10 verdünnten DNA-Proben dienten als Templat für die Präamplifikation mit den Primern HindIII-A einerseits und MseI-A bzw. MseI-C andererseits. Der Reaktionsansatz ist der Tabelle 2.11 zu entnehmen.

Tabelle 2.11 Reaktionsansatz für die Präamplifikation im Rahmen der AFLP‐Analyse

Konzentration Menge Endkonzentration 1x [µl] Verdünntes Restriktions/ ‐ 2 ‐ Ligationsprodukt 1:10 PCR Puffer (Peqlab blue) 10x 1 1x MgCl2 25 mM 0,8 2 mM MseI‐Primer (‐A oder ‐C) 10 µM 0,5 0,5 µM HindIII‐ Primer (‐A) 10 µM 0,5 0,5 µM dNTPs 2 mM 1 0,2 mM Taq – Polymerase 5 U/µl 0,05 0,025 U/µl H2O ‐ 4,15 ‐ Summe 10

Die Präamplifikation wurde im Thermocycler wie folgt durchgeführt: 2 min bei 94°C, anschließend 30 Zyklen (20 s bei 94°C, 30 s bei 56°C, 2 min bei 72°C), anschließend 2 min bei 72°C und 30 min bei 60°C.

Von den Proben wurden Aliquots 1:20 mit Wasser verdünnt (95 µl A. bidest + 5 µl präselektives PCR-Produkt) und bei -20°C gelagert.

Natascha Wagner, Universität Kassel 49 Material und Methoden

2.5.5 Selektive Amplifikation

Für die selektive PCR wurden Primer mit jeweils drei selektiven Basen verwendet. Während die Mse-Primer unmarkiert eingesetzt wurden, waren die HindIII-Primer jeweils mit einem von drei Applied Biosystems Standard Dyes fluoreszenzmarkiert (HindIII-ACA mit NED, HindIII-AAC mit VIC und HindIII-AGC mit 6-FAM). Die verwendeten Primerkombinationen sind in Tabelle 2.13 zusammengestellt, die Sequenzen befinden sich in Tabelle 2.12. Als Templat dienten die 1:20 verdünnten Produkte aus der Präamplifikation. Nicht alle Primerkombinationen wurden für beide Artengruppen (micrantha- und penduliflora-Gruppe) verwendet. Der Reaktionsansatz ist Tabelle 2.14 zu entnehmen.

Tabelle 2.12 Sequenzen der verwendeten Primer und Adapter Adapter Sequenz (5´‐3´) HindIII Af GTC GAT GAC TGC GTA CC HindIII Ar AGC TGG TAC GCA GTC TAC MseI Af GAC GAT GAG TCC TGA G MseI Ar TAC TCA GGA CTC AT (prä)selektive Selektive Sequenz (5´‐3´) Markierung Primer Basen HindIII GAC TGC GTA CCA GCT T~ ACA NED AAC VIC AGC 6‐FAM MseI GAT GAG TCC TGA GTA A~ ACA ATG AGA GAT GAG TCC TGA GTA A~ CAA CAG CAC CTA

Tabelle 2.13 Kombination der selektiven Primerpaare für die AFLP‐Analysen P= penduliflora‐Gruppe, M= micrantha‐Gruppe

MseI‐A HindIII‐A HindIII‐ ACA HindIII‐ AAC HindIII‐ AGC MseI‐ACA P+M P+M P+M MseI‐ATG P+M P+M P+M MseI‐AGA P+M P+M P+M

MseI‐C HindIII‐A HindIII‐ ACA HindIII‐ AAC HindIII‐ AGC MseI‐CAA P+M P+M P+M MseI‐CAC P P P MseI‐CAG P P ‐ MseI‐CTA ‐ ‐ P

50 Phylogeographie und Populationsgenetik in Fosterella Material und Methoden

Tabelle 2.14 Reaktionsansatz für die selektiven Amplifikation im Rahmen der AFLP‐Analyse Konzentration Menge 1x Endkonzentration [µl] Verdünntes Präamp.‐Produkt (1:20) ‐ 2,5 ‐ 10x PCR Puffer 10x 1 1x MgCl2 25 mM 0,8 2 mM MseI – Primer 5 µM 0,5 0,25 µM HindIII – Primer 1 µM 0,5 0,05 µM dNTPs 2 mM 1 0,2 mM Taq‐Polymerase 5 U/µl 0,05 0,025 U/µl H2O ‐ 3,65 ‐ Summe 10

Die Proben wurden im Thermocycler für 2 min bei 94°C, 15 Zyklen à [20 s bei 94°C, 30 s bei 66°C (minus 0,7°C mit jedem Zyklus), 2 min bei 72°C], anschließend 20x [20 s bei 94°C, 30 s bei 56°C, 2 min bei 72°C] und anschließend 30 min bei 72°C inkubiert.

Aufgrund der kurzen Lagerfähigkeit der selektiven Amplifikationsprodukte wurden diese sofort oder spätestens nach einem Tag für den Auftrag auf den Kapillarsequenzierer vorbereitet. Dazu wurden je 3µl der PCR-Produkte von drei Primerkombinationen (drei verschiedene HindIII-Primer mit einem MseI-Primer) auf einer 96er Mikrotiterplatte kombiniert. Anschließend wurde diese kombinierte Platte eingefroren bzw. schnellstmöglich gekühlt nach Frankfurt zum „Biodiversität und Klima Forschungszentrum" (BiK-F) für die weitere Verarbeitung geschickt. Dort wurden die Proben mit einem Größenstandard (LIZ 600) versetzt und auf einem Kapillarsequenzierer aufgetrennt und detektiert.

2.5.6 Wiederholung misslungener Reaktionen

Im Fall einer nicht erfolgreichen Amplifikation für ein oder mehrere Primerkombinationen wurden die Versuche für die entsprechenden Proben und Primerkombinationen je einmal wiederholt.

2.5.7 Manuelle Editierung der AFLP‐Rohdaten und Normalisierung

Die AFLP-Daten wurden mit der Software GeneMarker v1.91, Softgenetics, bearbeitet. Gewertet wurden alle Peaks zwischen 100 und 500 bp mit einer minimalen Intensität von 100 rfu. Nach dem automatischen Scoring wurden alle Proben zusätzlich manuell bewertet und ggf. nachkorrigiert. Anschließend wurde eine manuelle Normalisierung (Kanz, pers. Mitteilung) durchgeführt. Alle Peaks, die kleiner als 10 % des zweithöchsten Peaks des

Natascha Wagner, Universität Kassel 51 Material und Methoden jeweiligen Allels waren, wurden gelöscht. Lag der 2. Wert über 10.000 rfu, wurden nur Peaks, die kleiner als 800 sind gelöscht. Die fertig bearbeitete 0/1-Matrix wurde exportiert und für die folgenden Analysen mit Notepad++ bearbeitet.

2.6 Populationsgenetische Analysen der AFLP‐Daten

Mit den AFLP-Daten wurden verschiedene Analysen durchgeführt.

2.6.1 Neighbour Joining‐Analyse

Die Neighbour Joining-Analyse (Saitou & Nei 1987) ist eine Distanzanalyse und gehört zu den phänetischen Methoden. Die Analyse wurde mit den Standardeinstellungen der Software PAUP* v4.0b10 (Swofford 2001) durchgeführt.

2.6.2 NeighbourNet‐Analyse

Neben der Darstellung in Bäumen werden auch zunehmend phylogenetische Netzwerke verwendet. Sie erlauben eine bessere Darstellung von Widersprüchen im Datensatz und geben Informationen über mögliche retikulate Evolution wie z. B. Hybridisierung. Mit dem Programm Splitstree v4.10 (Huson & Bryant 2006) wurde aus der 0/1-Matrix basierend auf einem Neighbour Joining-Algorithmus eine Distanzmatrix und daraus ein "Splitnetzwerk", ein sogenanntes NeighbourNet berechnet (Bryant & Moulton 2004). Dargestellte Rauten im resultierenden Netzwerk zeigen Widersprüche in den Daten an.

2.6.3 Hauptkoordinaten‐Analyse (PCoA)

Die Hauptkoordinaten-Analyse (PCoA - principle coordinates analysis; Gower 1966) wurde für beide Artengruppen angewendet. Diese Methode basiert unmittelbar auf der 0/1-Matrix, die basierend auf BrayCurtis (Bray und Curtis 1957) in eine Distanzmatrix umgewandelt wurde. Die Analyse wurde mit dem Programm NTSYSpc v2.10p (Rohlf 2000) durchgeführt. Die Ergebnisse werden in einem dreidimensionalen Koordinatensystem ausgegeben und die Individuen in diesem System als Punktwolken dargestellt. Daraus lassen sich Rückschlüsse auf die Beziehungen innerhalb der Populationen und zueinander ziehen.

52 Phylogeographie und Populationsgenetik in Fosterella Material und Methoden

2.6.4 Manteltest

Der Manteltest (Mantel 1967) setzt die genetischen Distanzen eines Datensatzes mit geographischen Distanzen zwischen den Populationen bzw. definierten Gruppen in Beziehung. Untersuchungen der "isolation by distance", also der genetischen Trennung durch geographische Trennung sind durch diesen Test möglich. Basierend auf paarweisen Distanzen wurde die Analyse für die AFLP-Daten der penduliflora-Gruppe mit dem Programm Arlequin v3.5.1.3 (Excoffier & Schneider 2006) durchgeführt.

2.6.5 AMOVA

Mit einer AMOVA (Analysis of MOleular VAriance) ist es möglich, die Verteilung der Gesamtvariabilität innerhalb und zwischen Populationen oder auch weiteren verschiedenen hierarchischen Ebenen zu ermitteln. Die AMOVA wurde mit dem Programm Arlequin v3.5.1.3 durchgeführt (Excoffier et al. 2006). Die Populationen wurden nach Fundorten definiert. Als zusätzliches hierarchisches Niveau wurden die Populationen der gleichen Art zu einer Gruppe zusammengefasst.

2.6.6 Structure‐Analyse

Das Programm Structure (Pritchard, Stephens & Donnelly 2000) basiert auf einer bayes´schen Clustermethode, die es mithilfe von Multi-Locusdaten ermöglicht, Individuen einzelnen Gruppen (z. B. Populationen) zuzuordnen. Ebenfalls können z. B. Hybridisierungsereignisse durch die Darstellung "gemischter" Individuen nachvollzogen werden. Die Anzahl der Populationen (K) ist vorher unbekannt. Durch Berechnen verschiedener K-Werte wird die wahrscheinlichste Anzahl an Populationen ermittelt. Die Analysen wurden mit dem Programm Structure v2.2 durchgeführt. Es wurde ein Burn-in von 10.000 Läufen verwendet, danach wurden 10.000 weitere MCMC-Läufe durchgeführt. Es wurden die Standard- einstellungen des Programms verwendet und je 10 Wiederholungen für die genetischen Cluster K=2-10 (penduliflora-Gruppe) bzw. K=2-15 (micrantha-Gruppe) berechnet.

Natascha Wagner, Universität Kassel 53

54 Phylogeographie und Populationsgenetik in Fosterella Ergebnisse

3 Ergebnisse

3.1 Plastidäre Marker 3.1.1 Test und Auswahl der Chloroplastenmarker

Es wurden zwölf Chloroplastenmarker auf ihre Amplifizierbarkeit in Fosterella und nahe verwandten Gattungen getestet. Die Ergebnisse sind in Tabelle 3.1 zusammengefasst. ndhF-rpl32 Dieser Marker zeigte nach der PCR auf Agarose keine oder nur sehr schwache Banden für die getesteten Proben und wurde deshalb aussortiert. trnS-trnG Der intergenische Spacer trnS-trnG zeigte auch nach Optimierung für Fosterella keine oder nur sehr schwache Banden. Für Deuterocohnia und Dyckia ergab die PCR Amplifikate in einer Größenordnung von 1.300 bp. Es konnten einige Deuterocohnia-Proben sequenziert werden, die Lesbarkeit betrug jedoch lediglich knapp 200 bp und das Designen und anschließende Benutzen interner Primer führte zu keiner Verbesserung der Sequenzier- ergebnisse.

Die sechs Marker trnQ-rps16, trnV-ndhC, atpI-atpH, petL-psbE, trnS-trnfM, ndhA-Intron zeigten nach der Amplifikation mehrere Banden. Außerdem waren die Fragmente mit jeweils über 1.000 bp relativ groß. trnQ-rps16 Dieser intergenische Spacer zeigte Banden in einer Größe von 600 bp bis 1.500 bp. Dyckia zeigte die stärkste Bande bei 1.200 bp, wohingegen die anderen untersuchten Akzessionen jeweils bei etwa 1.500 bp ihre stärkste Bande zeigten. Zusätzliche schwache Banden waren bei 600 bp (Fosterella und Dyckia) und 1.000 bp (alle Akzessionen) zu beobachten. Neben den multiplen Banden war die Größe des Fragments ausschlaggebend, diesen Marker nicht für weitere Analysen zu verwenden. trnV-ndhC Der intergenische Spacer zeigte auf Agarose zwei bis drei Banden (800 bp, 1.100 bp, 1.200 bp) für die Deuterocohnia-Akzessionen. Fosterella, Dyckia und Encholirium wiesen eine klare Bande in der Größe von 1.100 bp auf. Natascha Wagner, Universität Kassel 55 Ergebnisse atpI-atpH für atpI-atpH zeigten alle Proben eine fette Bande bei 1.100 bp Länge. Zusätzlich gab es in allen untersuchten Akzessionen viele weitere, unterschiedlich starke Banden zwischen 200 bp und 900 bp Länge. petL-psbE Dieser Marker zeigte nach erfolgreicher Amplifikation Banden in der Größe von 1.400 bp bis 1.800 bp. Von den drei getesteten Deuterocohnia- Akzessionen zeigte D. chrysantha keine Bande. Die beiden anderen Akzessionen wiesen drei mehr oder weniger gleich intensive Fragmente in der Größe von 1.400 bp, 1.500 bp und ca. 1.800 bp auf. Gleiches gilt für Encholirium horridum. Fosterella und Dyckia zeigten Banden in der Größe von ca. 1.500 bp. trnS-trnfM Bis auf F. penduliflora mit nur einer Bande bei 1.200 bp, zeigte dieser Marker bei allen untersuchten Proben zwei Fragmente in den Größen 700 bp und 1.200 bp. Bei F. villosula war zusätzlich eine schwache, dritte Bande bei etwa 300 bp zu erkennen. ndhA-Intron Dieses Intron wies nach der Amplifikation multiple Banden zwischen 200 bp und 1.200 bp für die drei untersuchten Fosterella-Akzessionen auf. In Deuterocohnia, Encholirium und Dyckia gab es nur ein Fragment mit einer Größe von ca. 1.200 bp.

Vier Marker rpl32-trnL, psbD-trnT, psbJ-petA und rps16-trnK zeigten nach der Amplifikation eine einzelne distinkte Bande für alle Proben. psbD-trnT Der intergenische Spacer psbD-trnT wies auf Agarose für alle Akzessionen einzelne, distinkte Banden mit einer Größe von etwa 1.100 bp auf. psbJ-petA Fragmente mit einer Größe von 1.400 bp zeigte der intergenische Spacer psbJ- petA nach der erfolgreichen Amplifikation für alle Akzessionen. rpl32-trnL Dieser Lokus zeigte nach der Amplifikation auf Agarose einzelne Fragmente in der Größe von ca. 900 bp bei allen untersuchten Akzessionen.

56 Phylogeographie und Populationsgenetik von Fosterella Ergebnisse rps16-trnK Der Marker rps16-trnK zeigte für alle untersuchten Akzessionen Banden in der Größe von etwa 900 bp.

Tabelle 3.1 Vergleich der 12 getesteten Chloroplasten‐Loci: Ergebnisse der Amplifikation und Länge der detektierten Fragmente

Marker Ergebnis der Amplifikation Größe der Fragmente [bp] ndhF‐rpl32 Keine Bande ‐ trnS‐trnG Keine Bande ‐ trnQ‐rps16 Multiple Banden 600‐1.500 trnV‐ndhC Multiple Banden 800‐1.200 atpI‐atpH Multiple Banden 200‐1.100 petL‐psbE Multiple Banden 1.400‐1.800 trnS‐trnfM Multiple Banden 300‐1.200 ndhA‐Intron Multiple Banden 200‐1.200 psbD‐trnT Einzelbande 1.100 psbJ‐petA Einzelbande 1.400 rpl32‐trnL Einzelbande 900 rps16‐trnK Einzelbande 900

Aufgrund der guten Amplifizierbarkeit mit nur einer distinkten Bande, der praktischen Größe von unter 1.000 bp und der zusätzlich in der Literatur beschriebenen hohen Variabilität würden für die phylogenetischen Untersuchungen an Fosterella die beiden intergenischen Spacer rpl32-trnL und rps16-trnK als zusätzliche Loci ausgewählt.

3.1.2 Phylogenetische Analysen

3.1.2.1 Analysen der plastidären Loci

Die Sequenzdaten der sechs Chloroplastenmarker atpB-rbcL, psbB-psbB, matK, rpl32-trnL, rps16-trnK und rps16-Intron wurden sowohl einzeln als auch kombiniert mehreren phylogenetischen Analysen unterzogen. Es wurden 99 Taxa, davon 90 Fosterella Akzessionen von 24 Arten und neun Außengruppentaxa untersucht. Die Ergebnisse der phylogenetischen Analysen der einzelnen Loci befinden sich im Anhang 5 -10.

Die Sequenz-Statistikdaten können der Tabelle 3.2 entnommen werden. Das kombinierte Alignment umfasst 5.560 Basenpaare und weist eine Variabilität von 9,3 % auf. Die größte Menge informativer Positionen findet sich mit 9,2 % in dem intergenischen Spacer rpl32- trnL. In diesem Marker befindet sich eine Inversion, die vor den Berechnungen entfernt wurde, ebenso in rps16-Intron. Die höchste Anzahl informativer Indels findet sich in atpB-

Natascha Wagner, Universität Kassel 57 Ergebnisse rbcL. Schnellevolvierende und hochvariable Mikrosatellitenbereiche wurden aus der Analyse ausgeschlossen. Die Indels wurden kodiert (vgl. 2.4.1) und die Indel-Matrix an das Alignment angehängt.

Mit dem Datensatz wurden eine Maximum Parsimonie-Analyse (MP), eine Maximum Likelihood-Analyse (ML) sowie eine Bayes´sche Analyse durchgeführt. Die Analysen wurden jeweils mit und ohne Indelkodierung durchgeführt. Insgesamt zeigen die Analysen mit Indelkodierung leicht höhere statistische Unterstützung. Die Phylogenien der Analysen der kombinierten Analyse ohne Indelkodierung und das Ergebnis der ML-Analyse befindet sich im Anhang. Die im Folgenden angegebenen Bootstrapwerte beziehen sich auf den dargestellten Maximum Parsimonie-50 % Majority-Rule-Konsensusbaum in Abb. 3.1 und die Posterior Probability-Werte beziehen sich auf die Bayes´sche Analyse in Abb. 3.2. Es wurden in der MP-Analyse 42.000 kürzeste Bäume mit 932 Schritten gefunden, der Konsistenz-Index (consistency index, CI) betrug 0,696, der Konservierungs-Index (retention index, RI) 0,915.

3.1.2.2 Topologie der Phylogenien

Die Topologie der Bäume (Abb. 3.1 und 3.2 sowie Anhang) ist in allen Analysen bis auf kleine Ausnahmen identisch. Als Außengruppe dienten die integrierten Pitcairnia– Akzessionen. Dyckia, Encholirium und Deuterocohnia bilden die Schwestergruppe zu Fosterella. Deuterocohnia ist paraphyletisch.

Fosterella ist klar monophyletisch mit einem Bootstrapwert (BW) von 100 bzw. einem Posterior Probability-Wert (PP) von 1. Die Aufspaltung in zwei große Kladen wird in allen Bäumen gut gestützt (Abb. 3.1 und 3.2). Die Klade 1 enthält zwei monophyletische und gut gestützte Gruppen: (1) die penduliflora-Gruppe (BW 92, PP 1) mit F. penduliflora und F. gracilis sowie die (2) weddelliana-Gruppe (BW 100, PP 1) in Schwesterbeziehung dazu mit den Akzessionen der Arten F. weddelliana und F. cotacajensis. Die Klade 2 zweigt dichotomal auf und enthält insgesamt vier Gruppen, von denen jeweils zwei in Schwesterposition zueinanderstehen. Die (3) weberbaueri-Gruppe (BW 100, PP 1), die F. weberbaueri und F. batistana beinhaltet, in Schwesterbeziehung zu der (4) micrantha- Gruppe (BW 100, PP 1) mit den Akzessionen der Arten F. micrantha, F. villosula und F. christophii sind beide monophyletisch. Daneben sind die (5) rusbyi-Gruppe und die (6) albicans-Gruppe mit insgesamt 15 Arten der diverseste Komplex in der Analyse.

58 Phylogeographie und Populationsgenetik von Fosterella Ergebnisse

Tabelle 3.2 Sequenzstatistiken der sechs Chloroplasten‐Loci (Var. = Variabilität)

Locus Merk Länge [bp] Ø % % Inf. Anzahl Anzahl (%) Anzahl Inversionen ‐male Länge Var. Indels Informative Mikro‐ [bp] [bp] Indels satelliten (Motiv) atpB‐rbcL 2 (poly‐A/ ‐ 709 507‐693 658 8,4 5,9 26 18 (69 %) spacer poly‐T) innerhalb 2 (poly‐A/ 708 507‐677 655 4,9 3,7 26 18 (69 %) ‐ Fosterella poly‐T) matK 1.718 1.634‐1.715 1.071 7,7 5,6 8 3 (38 %) ‐ ‐ Gen innerhalb 1.718 1.634‐1.715 1.701 4,0 3,4 6 2 (33 %) ‐ ‐ Fosterella psbB‐psbH 566 537‐553 547 6,1 4,9 8 6 (75 %) 1 (poly‐T) ‐ spacer innerhalb 566 546‐552 547 4,2 3,4 8 6 (75 %) 1 (poly‐T) ‐ Fosterella rpl32‐trnL 963 864‐936 871 14,8 9,2 29 12 (41 %) 1 (poly‐A) 1 spacer innerhalb 963 864‐887 871 8,8 5,6 28 8 (29 %) 1 (poly‐A) 1 Fosterella rps16 835 696‐772 738 10,4 6,2 30 16 (53 %) ‐ 1 Intron innerhalb 835 728‐772 739 6,2 3,9 22 12 (54 %) ‐ 1 Fosterella rps16‐trnK 751 625‐726 709 10,9 7,4 28 14 (50 %) 1 (poly‐T) ‐ spacer innerhalb 751 625‐717 709 7,3 5,2 28 11 (37 %) 1 (poly‐T) ‐ Fosterella 6 loci 5.560 4.907‐5.297 5.209 9,3 6,5 129 69 (53 %) 5 2 kombiniert innerhalb 5.538 4.762‐5.210 5.146 6,2 4,4 100 54 (54 %) 5 2 Fosterella

Durch die Paraphylie einzelner Arten ist die albicans-Gruppe jedoch nicht klar definiert. Die rusbyi-Gruppe ist hingegen in allen Analysen monophyletisch mit einer Unterstützung von BW 93, PP 1. Im Bootstrap-Baum der MP-Analyse sind die beiden Gruppen nicht aufgelöst.

Natascha Wagner, Universität Kassel 59 Ergebnisse

Aufteilung innerhalb der Gruppen

(1) In der penduliflora-Gruppe stehen fast alle Akzessionen dieser Art den beiden Akzessionen von F. gracilis gegenüber, die an der Basis der Gruppe stehen. In Schwesterbeziehung zu F. gracilis und allen anderen F. penduliflora-Akzessionen steht eine Akzession von F. penduliflora (RV3798).

(2) Die Akzession von F. cotacajensis steht mit BW 92 in Schwesterbeziehung zu F. weddelliana (RV3612) inmitten der übrigen Akzessionen von F. weddelliana.

(3) An der Basis der weberbaueri-Gruppe steht F. batistana, alle Akzessionen von F. weberbaueri stehen in einer monophyletischen Gruppe (BW 75, PP 0,99).

(4) In der micrantha-Gruppe bilden alle Akzessionen von F. christophii eine monophyletische Gruppe (BW 88, PP 1). F. villosula und F. micrantha bilden gemeinsam eine Gruppe (BW 72, PP 1). Während in der MP-Analyse die Akzessionen von micrantha und villosula eine Polytomie bilden, gruppieren in der Bayes´schen Analyse alle F. micrantha-Akzessionen zusammen und bilden eine monophyletische Klade (PP 0,72).

(5) Die rusbyi-Gruppe umfasst Akzessionen von sieben Arten. Eine Akzession der Art F. rusbyi steht an der Basis der Gruppe (RS25-10-02), während sechs Akzessionen einen monophyletischen Komplex in abgeleiteter Position bilden (BW 87, PP 1). Ebenfalls paraphyletisch sind die beiden Akzessionen von F. yuvinkae. Während sie beide in der Bayes´schen Analyse an der Basis stehen, gruppiert die Akzession RV4510 in der MP- Analyse zusammen mit F. windischii und in der ML-Analyse zwischen F. windischii und F. vasquezii. Die beiden Akzessionen von F. floridensis stehen zusammen (BW 56, PP 0,96), ebenso die beiden Akzessionen von F. spectabilis (BW 100, PP 1). F. windischii, F. vasquezii sowie F. hatschbachii sind jeweils paraphyletisch innerhalb der rusbyi-Gruppe.

(6) In der Bayes'schen Analyse gruppieren einige Mitglieder der albicans-Gruppe an der Basis der rusbyi-Gruppe (PP 1), nämlich die Akzessionen JP06.0014 (F. albicans) und RV 3661 (F. heterophylla), sowie eine Akzession von F. petiolata (JP06.0097). Das gleiche Bild findet man ohne statistische Unterstützung in der MP-Analyse. In der ML-Analyse hingegen finden sich nur zwei der eben genannten Akzessionen an der Basis der rusbyi-Gruppe:

60 Phylogeographie und Populationsgenetik von Fosterella Ergebnisse

F. heterophylla und F. petiolata. Die F. albicans-Akzession gruppiert mit Akzessionen der gleichen Art innerhalb der albicans-Gruppe. F. albicans ist folglich paraphyletisch. In der Bayes'schen Analyse bilden innerhalb der albicans-Gruppe, die mit PP 0,9 gestützt ist, drei Akzessionen von F. albicans (PI98.0204, JP06.0056, JP06.0005) eine basale Gruppe. Die gleiche Gruppe findet sich in der ML-Analyse sowie in der MP-Analyse (BW 70), wenn auch nicht in basaler Position. Stattdessen findet sich hier F. petiolata (NW09.037) in basaler Stellung. Eine sehr gut gestützte Gruppe in allen Analysen bilden alle Akzessionen von F. robertreadii (BW 100, PP 1). Sowohl in der MP-Analyse als auch in der Bayes´schen Analyse ist diese Gruppe Schwester zu einer großen Gruppe, die die verbleibenden Akzessionen von F. albicans sowie F. graminea, F. rexiae, F. caulescens, F. kroemeri, F. petiolata und F. spec. enthält.

Natascha Wagner, Universität Kassel 61 Ergebnisse

65 F. rusbyi Nowicki 2061 (60a) F. rusbyi Friesen 18604 (141) 53 F. rusbyi Peters 06.0076 (B020) 87 F. rusbyi NW09.00810 F. rusbyi NW09.03810 F. rusbyi NW09.01812 56 F. floridensis Ibisch 02.0001 (67a) F. floridensis NW09.00310 F. windischii Ibisch 03.0016 (139) F. yuvinkae Vásquez 4510 (140) F. vasquezii Ibisch 98.0116 (63b) F. vasquezii Ibisch 98.0117 (23b) rusbyi- F. windischii Leme7144 (B021) 72 F. hatschbachii Leme 7100 (B033) Gruppe 100 F. spectabilis Cathcart B17 (144) F. spectabilis Peters 06.0045 (B025) 93 F. windischii Leme 7145 (B022) F. yuvinkae Reichle SR1 (72a) F. rusbyi Rex&Schulte 251002-3 (107b) F. albicans Peters 06.0014 (B030) 99 F. heterophylla Vásquez 3661 (26c) F. petiolata Peters 06.0097 (B016) 63 F. albicans Vásquez 4626b (94c) F. albicans Peters 06.0102 (B031) F. caulescens Rauh 40579a (3a) 59 F. rexiae Vásquez 3673 (9d) F. kroemeri Krömer 1398b (28b) 58 F. albicans Vásquez 3617 (62a) 86 F. rexiae NW09.01306 94 F. kroemeri NW09.01710 F. albicans Kessler 13251 (B032) 65 F. graminea Müller 216 (71a) albicans- 77 F. petiolata Peters 06.0115 (B017) F. spec. NW09.03609 Gruppe F. robertreadii s.n. (86a) 100 F. robertreadii Friesen 18606 (135) F. robertreadii s.n. (143) F. robertreadii Peters 06.0126 (B018) F. robertreadii Peters 06.0131 B019 70 F. albicans Ibisch 98.0204 (64a) F. albicans Peters 06.0056 (B011) F. albicans Peters 06.0005 (B010) 90 F. petiolata NW09.03710 61 F. villosula Peters 06.0105 (B026) F. villosula Peters 06.0109 (B027) 65 F. villosula NW09.01210 F. villosula NW09.02410 72 F. villosula Vásquez 4623 (104a) F. micrantha s.n. (132) F. micrantha Welz 3124 (B034) micrantha- F. villosula NW09.01904 100 F. micrantha Schuetz111210 Gruppe F. micrantha Schuetz112001 72 F. christophii Ibisch 98.0173 (25f) 88 F. christophii Nowicki 2364 (B013) 95 53 F. christophii Ibisch 02.0002 (B012) F. christophii NW09.00510 71 52 F. weberbaueri Vásquez 3570 (48b) 75 F. weberbaueri Krömer 7286 (138) F. weberbaueri Müller 217 (95c) weberbaueri- 100 81 F. weberbaueri Vásquez 4656 (121) Gruppe F. weberbaueri NW09.02510 100 F. batistana Fernandes da Silva s.n. (129) F. penduliflora Vásquez 3817 (22c) F. penduliflora Vásquez 4051b (46d) 63 F. penduliflora Vásquez 3624 (55a) 63 F. penduliflora Peters 06.0138 (B014) F. penduliflora Peters 06.0142 (B015) F. penduliflora Vásquez 4003 (45a) F. penduliflora Vásquez 3762 (34a) 64 F. penduliflora Vásquez 4685 (120) 70 F. penduliflora Rex&Schulte301002-3 (118) penduliflora- F. penduliflora Friesen 18605 (136) F. penduliflora NW09.00204 Gruppe F. penduliflora Ibisch 98.0098 (18c) 84 F. penduliflora Vásquez 3406 (35a) 86 F. penduliflora Ibisch 00.0036 (50b) 74 F. penduliflora Müller 150 (93a) 92 F. penduliflora Ibisch 02.0006 (B035) 99 F. gracilis Rex&Schulte 281002-6 (117a) F. gracilis NW09.02109 F. penduliflora Vasquez 3729a (128) 81 Vásquez 3612 (13a) 80 F. weddelliana F. cotacajensis Kessler 9620b (76d) F. weddelliana Vásquez 3636a (12b) weddelliana- 79 F. weddelliana Vásquez 3627 (36a) F. weddelliana Nowicki 2034 (37a) Gruppe 100 F. weddelliana Vásquez 3620 (56a) F. weddelliana Nowicki 2076b (58c) F. weddelliana Mijagawa s.n. (145) 87 100 Dy. estevesii Esteves Pereira s.n. (F40a) 100 E. horridum Schindhelm s.n. (F46a) D. brevispicata Hromadnik 5213 (F51a) 100 D. brevifolia Balfanz 075 (F42a) D. lotteae Hromadnik 5131 (F44a) Außen- 100 P. albiflora FRP s.n. F15a 100 P. loki-schmidtiae Schmidt s.n. (F47a) gruppe P. atrorubens Schulte 280408-1 (F34a) P. rubro-nigriflora Rauh 53676 (F48a)

Abb. 3.1 50 % Majority‐Rule‐Konsensusbaum der Maximum Parsimonie‐Analyse basierend auf den kombinierten Sequenzdaten der sechs Chloroplasten‐Loci atpB‐rbcL, psbB‐psbB, matK, rpl32‐trnL, rps16‐trnK und rps16‐Intron mit kodierten Indels für 99 Taxa, davon 90 Fosterella‐Akzessionen (24 Arten). Als Außengruppen wurden die beiden Pitcairnia–Akzessionen verwendet. Bootstrapwerte oberhalb der Äste. Dy.=Dyckia, D.=Deuterocohnia, E.= Encholirium, P.=Pitcairnia

62 Phylogeographie und Populationsgenetik von Fosterella Ergebnisse

1 F. rusbyi Nowicki2061 (60a) F. rusbyi Friesen 18604 (141) 0,64 F. rusbyi Peters 06.0076 (B020) 1 F. rusbyi Wagner NW09.008-10 F. rusbyi Wagner NW09.038-10 0,53 0,96 F. rusbyi Wagner NW09.018-12 0,99 F. floridensis Ibisch 02.0001 (67a) F. floridensis Wagner NW09.003-10 1 F. spectabilis Cathcart B17 (144) 0,65 0,68 F. spectabilis Peters 06.0045 (B025) F. vasquezii Ibisch 98.0117 (23b) rusbyi- 0,67 F. windischii Leme 7144 (B021) F. windischii Leme 7145 (B022) Gruppe 0,68 F. hatschbachii Leme 7100 (B033) 1 F. vasquezii Ibisch 98.0116 (63b) 1 F. windischii Ibisch 03.0016 (139) 1 F. yuvinkae Vasquez 4510 (140) 0,8 F. yuvinkae Reichle SR1 (72a) F. rusbyi Rex&Schulte 251002-3 (107b) 1 F. albicans Peters 06.0014 (B030) 1 F. heterophylla Vasquez 3661 (26c) F. petiolata Peters 06.0097 (B016) 0,96 F. albicans Vasquez 4626b (94c) F. albicans Peters 06.0102 (B031) F. caulescens Rauh 40579a (3a) 0,92 F. rexiae Vasquez 3673 (9d) F. kroemeri Krömer 1398b (28b) 0,99 F. albicans Vasquez 3617 (62a) 1 F. rexiae Wagner NW09.013-06 1 F. kroemeri Wagner NW09.017-10 F. albicans Kessler 13251 (B032) albicans- 0,97 F. graminea Müller216 (71a) 1 F. petiolata Peters 06.0115 (B017) Gruppe F. spec Wagner NW09.036-09 F. robertreadii s.n. (86a) 0,62 1 F. robertreadii Friesen 18606 (135) F. robertreadii s.n. (143) 0,9 F. robertreadii Peters 06.0126 (B018) F. robertreadii Peters 06.0131 (B019) F. petiolata Wagner NW09.037-10 0,94 F. albicans Ibisch 98.0204 (64a) 1 F. albicans Peters 06.0056 (B011) 1 F. albicans Peters 06.0005 (B010) F. micrantha s.n. (132) 0,72 F. micrantha Welz 3124 (B034) F. micrantha Schütz 111210 0,99 F. micrantha Schütz 112001 F. villosula Peters 06.0105 (B026) 1 F. villosula Peters 06.0109 (B027) 1 F. villosula Wagner NW09.012-10 micrantha- F. villosula Wagner NW09.024-10 1 F. villosula Vasquez 4623 (104a) Gruppe F. villosula Wagner NW09.019-04 1 F. christophii Ibisch 98.0173 (25f) 1 F. christophii Nowicki 2364 (B013) F. christophii Ibisch 02.0002 (B012) 1 0,95 0,99 F. christophii Wagner NW09.005-10 F. weberbaueri Vasquez 3570 (48b) 0,97 F. weberbaueri Krömer 7286 (138) weberbaueri- 0,99 F. weberbaueri Müller 217 (95c) 1 1 F. weberbaueri Vasquez 4656 (121) Gruppe F. weberbaueri Wagner NW09.025-10 1 F. batistana Fernandes da Silva s.n. (129) F. penduliflora Vasquez 4003 (45a) 0,99 F. penduliflora Peters 06.0138 (B014) F. penduliflora Peters 06.0142 (B015) 0,98 F. penduliflora Vasquez 3817 (22c) F. penduliflora Vasquez 4051b (46d) F. penduliflora Vasquez 3624 (55a) F. penduliflora Ibisch 98.0098 (18c) 0,85 F. penduliflora Vasquez 3406 (35a) F. penduliflora Ibisch 00.0036 (50b) penduliflora- F. penduliflora Müller 150 (93a) 0,98 F. penduliflora Ibisch 02.0006 (B035) Gruppe F. penduliflora Vasquez 3762 (34a) 0,99 F. penduliflora Rex&Schulte301002.3 (118) 1 0,99 F. penduliflora Vasquez 4685 (120) 0,98 F. penduliflora Friesen 18605 (136) 1 1 F. penduliflora NW09.002-04 F. gracilis Rex&Schulte 281002-6 (117a) F. gracilis Wagner NW09.021-09 F. penduliflora Vasquez 3729a (128) 0,92 1 F. weddelliana Vasquez 3612 (13a) F. cotacajensis Kessler 9620b (76d) 0,57 F. weddelliana Vasquez 3636a (12b) weddelliana- 1 F. weddelliana Vasquez 3620 (56a) 1 0,55 F. weddelliana Nowicki 2076b (58c) Gruppe 1 F. weddelliana Vasquez 3627 (36a) F. weddelliana Nowicki 2034 (37a) F. weddelliana Mijagawa s.n. (145) 0,99 Dy. estevesii Esteves-Pereira s.n. (F40a) 1 E. horridum Schindhelm s.n. (F46a) 1 D. brevispicata Hromadnik 5213 (F51a) 1 D. brevifolia Balfanz 075 (F42a) D. lotteae Hromadnik 5131 (F44a) Außen- 1 P. albiflora FRP s.n. (F15a) P. loki-schmidtiae Schmidt s.n. (F47a) gruppe P. atrorubens Schulte 280408-1 (F34a) P. rubro-nigriflora Rauh 53676 (F48a)

Abb. 3.2 Resultierender Baum der Bayes´schen Analyse basierend auf den kombinierten Sequenzdaten der sechs Chloroplasten‐Loci atpB‐rbcL, psbB‐psbB, matK, rpl32‐trnL, rps16‐trnK und rps16‐Intron für 99 Taxa, davon 90 Fosterella‐Akzessionen (24 Arten). Als Außengruppen wurden die beiden Pitcairnia–Akzessionen verwendet. Posterior Probability‐Werte oberhalb der Äste. Dy.=Dyckia, D.=Deuterocohnia, E.= Encholirium, P.=Pitcairnia

Natascha Wagner, Universität Kassel 63 Ergebnisse

3.1.3 Datierte Phylogenie

Auf der Basis der 6-Locus-Analyse wurde ein Chronogramm erstellt. Dafür wurde nur jeweils ein Vertreter jeder Art verwendet, abgesehen von polyphyletischen Arten (vgl. 2.4.7). Die datierte Phylogenie wurde in Zusammenarbeit mit Daniele Silvestro erstellt (Wagner & Silvestro et al. im Druck). Als sekundäre Kalibrierungspunkte wurden Werte von Givnish et al. (2004) genutzt. Sie sind in Abb. 3.3 mit einem Stern gekennzeichnet.

albicans- Gruppe

rusbyi- Gruppe

micrantha-Gruppe

weberbaueri-Gruppe

weddelliana-Gruppe

penduliflora-Gruppe

Abb. 3.3 Ultrametrischer Baum der Gattung Fosterella basierend auf der Bayes´schen Analyse der sechs kombinierten plastidären Loci. Nach Wagner & Silvestro et al. im Druck)

64 Phylogeographie und Populationsgenetik von Fosterella Ergebnisse

Fosterella ist demnach 10 Mio. Jahre alt. Die Trennung von den restlichen Pitcairnioideae fand vor etwa 15,5 Mio. Jahren statt. Die Diversifizierung der ersten beiden Hauptgruppen von Fosterella begann vor etwa 8,3 Mio. Jahren, also im späten Miozän. Die Diversifizierung der einzelnen sechs Gruppen fand erst später statt. So entstand die albicans-Gruppe bereits im frühen Pliozän, vor etwa 4,7 Mio. Jahren. Die rusbyi-Gruppe diversifizierte sich vor ca. 3,5 Mio. Jahren, die penduliflora-Gruppe vor ca. 2,8 Mio. und die weberbaueri-Gruppe erst vor 2,0 Mio. Jahren, also um einiges später, aber immer noch im Pliozän. Die jüngsten Gruppen sind die micrantha-Gruppe, deren Arten sich erst vor 1,3 Mio. Jahren trennten, und die weddelliana Gruppe, die sich erst vor 1,2 Mio. Jahren diversifizierte, also im Pleistozän.

3.1.4 Biogeographische Analysen

Ebenfalls in Kooperation mit Daniele Silvestro wurde mit der 6-Locus-Phylogenie eine biogeographische Analyse durchgeführt. Durch eine "ancient area reconstruction" wurde für ein reduziertes Datenset basierend auf der aktuellen Verbreitung der potenzielle geographische Ursprung einzelner Gruppen sowie der gesamten Gattung ermittelt. Dafür wurden zunächst vier geographische Hauptgebiete definiert: A) Anden (inklusive präandiner, flacherer Bereiche), B) azonale Standorte des Brasilianischen Schilds, C) Zentralamazonasgebiet und D) Mittelamerika (vgl. Abb. 2.1). Anschließend (vgl. 2.4.8) wurden in einer detaillierten Analyse drei Biome definiert, in denen Fosterella hauptsächlich vorkommt: Yungas (weiß), saisonale tropische Trockenwälder ("saisonally dry tropical forests", SDTFs, grau) und azonale Standorte des Brasilianischen Schilds (schwarz). Die Ergebnisse der Analysen werden in Abb. 3.4 gegenübergestellt.

Natascha Wagner, Universität Kassel 65 Ergebnisse

Abb. 3.4 Biogeographie‐Analysen für Fosterella, Gegenüberstellung der likelihood‐basierten Biogeographie‐ Analyse und der parsimonie‐bezogenen Biom‐Analyse. Nach Wagner & Silvestro et al. (im Druck)

66 Phylogeographie und Populationsgenetik von Fosterella Ergebnisse

In der ersten Analyse (linke Seite Abb. 3.4) wurden klar die Anden als wahrscheinlichstes Ursprungsgebiet ermittelt. Die albicans- und die weddelliana-Gruppe sind rein andine Gruppen (A), die sich auch in diesem Bereich diversifiziert haben. Sowohl in der rusbyi- als auch in der penduliflora-Gruppe gab es jeweils unabhängig voneinander ein Ausbreitungsereignis in die azonalen Standorte des Brasilianischen Schilds (B). Innerhalb der rusbyi-Gruppe gab es in diesem Bereich offenbar eine weitere Diversifizierung, so gibt es eine rein "azonale" Gruppe mit F. hatschbachii, F. vasquezii, F. windischii und F. yuvinkae. In Klade III gab es offensichtlich zwei Fernausbreitungsereignisse. Zum einen innerhalb der F. micrantha-Gruppe nach Mittelamerika (F. micrantha, D) und zum anderen innerhalb der F. weberbaueri-Gruppe ins Amazonastiefland (F. batistana, C).

Die parsimonie-basierte zweite Analyse (rechte Seite der Abb. 3.4) zeigt den Ursprung der Gattung entweder in den saisonalen tropischen Trockenwäldern (SDTFs) oder den azonalen Standorten des Brasilianischen Schilds. Die Yungas wurden dieser Analyse zufolge fünf Mal unabhängig besiedelt. In fünf der sechs Gruppen findet sich ein Vertreter dieses Bioms und die meisten dieser Besiedlungsereignisse fanden innerhalb der letzten zwei Millionen Jahre statt. Einzig der gemeinsame Vorfahre der albicans-Gruppe hat dieses Biom schon vor etwa 5 Mio. Jahren erreicht. Die Yungas als Ursprung der albicans-Gruppe erhalten hohe statistische Unterstützung. Dort haben sich weitere Arten dieser Gruppe diversifiziert. Für die micrantha- Gruppe und die weddelliana-Gruppe liegt der geographische Ursprung mit guter statistischer Unterstützung in den SDTFs. Die weberbaueri-Gruppe und die "azonale Gruppe" der rusbyi- Gruppe haben ihren geographischen Ursprung in den azonalen Standorten des Brasilianischen Schilds.

3.1.5 Haplotypennetzwerke

Basierend auf den Chloroplastensequenzdaten wurden für die penduliflora- und micrantha- Gruppe jeweils Haplotypennetzwerke berechnet (vgl. 2.4.3).

3.1.5.1 penduliflora‐Gruppe

Das Netzwerk, resultierend aus den plastidären Sequenzdaten, zeigt eine eindeutige Trennung der beiden Arten F. gracilis (gelb) und F. penduliflora (grün, Abb. 3.5). Der Unterschied

Natascha Wagner, Universität Kassel 67 Ergebnisse beträgt 15 Mutationsschritte. Die beiden untersuchten F. gracilis Akzessionen sind 7 Mutationsschritte voneinander entfernt.

Innerhalb der F. penduliflora Akzessionen gibt es keinen zentralen Haplotyp. Allerdings kann man eine geographische Beziehung der Proben zueinander beobachten. So ergibt sich in dem Netzwerk ein Nord-Süd-Gradient (Abb. 3.6). Die südlichsten Akzessionen aus Argentinien (JP 06.0138 und JP06.142) gruppieren auch im Netzwerk zusammen. Die Positionen im Zentrum des Netzwerks werden von Akzessionen besetzt, die aus der Region des Andenknicks stammen (u. a. PI98.0098, PI02.0006, RV3817, RV3406) Die drei Akzessionen aus dem eher östlichen Teil Boliviens stehen etwas von dieser zentralen Gruppe entfernt (RV4685, RS301002-3, RV3762).

F. gracilis RS 281002-6 117a

F. gracilis NW09.021

F. penduliflora RS301002-3 118 RV 4685 120

F. penduliflora RV3762 34a F. penduliflora Cathart s.n. 136

F. penduliflora NW09.002-4 F. gracilis

F. penduliflora PI98.0098_18c F. penduliflora PI02.0006_B035 F. penduliflora F. penduliflora RV 3406 35a F. penduliflora Müller 150 93a

F. penduliflora PI00.0036 50b F. penduliflora RV 3624 55a F. penduliflora RV 3817 22c F. penduliflora RV 4051 46d F. penduliflora RV4003 45c

F. penduliflora JP 06.0138 B014

F. penduliflora JP 06.0142 B015

Abb. 3.5 Haplotypennetzwerk der penduliflora‐Gruppe basierend auf den Sequenzdaten von sechs plastidären Markern. Es zeigt eine klare Trennung von F. gracilis (gelb) und F. penduliflora (grün).

68 Phylogeographie und Populationsgenetik von Fosterella Ergebnisse

F. gracilis RS 281002-6 117a

F. gracilis NW09.021 PERU

BRASILIEN F. penduliflora RS301002-3 118 BOLIVIEN RV 4685 120

NW09.021, RS281002-6 RV 4685, RS301002-3 F. penduliflora RV3762 34a RV 3762 F. penduliflora Cathart s.n. 136 RV 3624 Cathart s.n. 136 PI98.0098 F. gracilis F. penduliflora NW09.002-4 RV3406, NW09.002, PI02.0006 RV 3817, PI00.0036

RV 4003 RV 4051 F. penduliflora PI98.0098_18c F. penduliflora F. penduliflora PI02.0006_B035 JP 06.0142 JP 06.0138

F. penduliflora RV 3406 35a F. penduliflora Müller 150 93a

F. penduliflora PI00.0036 50b F. penduliflora RV 3624 55a F. penduliflora RV 3817 22c ARGENTINIEN F. penduliflora RV 4051 46d F. penduliflora RV4003 45c

F. penduliflora JP 06.0138 B014

F. penduliflora JP 06.0142 B015

Abb. 3.6 Haplotypennetzwerk basierend auf den plastidären Sequenzdaten von sechs Chloroplasten‐Loci für die penduliflora‐Gruppe. Das Netzwerk wurde mit der Geographie und den Funddaten in Beziehung gesetzt. Die Akzessionen von F. penduliflora lassen sich bezogen auf ihre Fundorte in drei Gruppen einteilen: Die „südliche Gruppe“ (violett) an der Grenze zu Argentinien (südlich des Andenknicks), die „zentrale Gruppe“ der Yungas und des Andenknicks (grün) und die „östliche Gruppe“ in den flacheren Gebieten Boliviens (orange).

3.1.5.2 micrantha‐Gruppe

Für alle Akzessionen der drei Arten F. micrantha, F. christophii und F. villosula der micrantha-Gruppe wurde ebenfalls ein Haplotypennetzwerk mit den Chloroplasten- sequenzdaten berechnet (Abb. 3.7). Die drei Arten lassen sich im Netzwerk voneinander trennen, wobei die Akzessionen von F. micrantha (gelb) die Akzessionen von F. villosula (dunkelgrün) in zwei Gruppen teilt. Die vier F. micrantha-Akzessionen gehen nicht auf einen gemeinsamen Haplotypen zurück. Zwei Akzessionen (NW09.012 und NW09.024) stehen sieben Mutationsschritte von den übrigen F. villosula-Akzessionen entfernt, allerdings nur vier Schritte von der nächsten micrantha-Akzession. Deutlich von diesem Komplex getrennt ist F. christophii (hellgrün), die sieben Mutationsschritte entfernt ist. Die einzelnen F. christophii-Akzessionen stehen innerhalb ihrer Gruppe mit einem maximalen Abstand von zehn Mutationsschritten weit auseinander (Abb. 3.7)

Natascha Wagner, Universität Kassel 69 Ergebnisse

F. micrantha Welz 3124_B034

F. micrantha Schuetz112001 Schuetz112001 Schuetz111210 F. micrantha s.n. 132 Welz 3124 F. micrantha Nschuetz 111210 s.n. 132

F. villosula JP06.105_B026 JP06.109_B027

F. villosula NW09.0019-4 Nowicki 2346 F. villosula NW09.012-10 NW09.024 JP06105, JP06.109 NW09.019 NW09.012 NW09.005; PI02.002 F. villosula Vasquez 4623_104a RV4623 PI 98.0173 F. villosula NW09.024-10

F. christophii Ibisch 98.0173_25f

F. christophii Nowicki 2364_B013

F. christophii Ibisch02.0002_B012

F. christophii NW09.005-10

Abb. 3.7 Haplotypennetzwerk der micrantha‐Gruppe basierend auf den Sequenzdaten von sechs plastidären Loci. F. christophii (grün) ist klar von einem Komplex aus F. micrantha (gelb) und F. villosula (dunkelgrün) getrennt. Die Akzessionen der letzten beiden genannten Arten stehen dicht zusammen. F. micrantha teilt die Akzessionen von F. villosula. Die Akzessionen von F. micrantha aus Mittelamerika gehen nicht auf einen gemeinsamen Haplotyp zurück.

70 Phylogeographie und Populationsgenetik von Fosterella Ergebnisse

3.2 Nukleäre Marker

3.2.1 Test und Auswahl der nukleären low‐/ single‐copy Marker

Es wurden für ein Testset bestehend aus Akzessionen von Fosterella (Fos), Deuterocohnia (Deu), Dyckia (Dy) und Pitcairnia (Pit) elf nukleäre single-copy Loci auf ihre Amplifizierbarkeit getestet. Eine Übersicht ist in der Tabelle 3.3 zu finden.

Adh Dieser Marker ergab nach der Amplifikation keine Fragmente für die getesteten Akzessionen.

Chs Das Gen Chalconsynthase konnte für keine der getesteten Akzessionen erfolgreich amplifiziert werden.

RPB2 Trotz verschiedener Tests konnte kein Amplifikationsprodukt für das Intron 23 des Gens RPB2 erzielt werden.

GS Der nukleäre single-copy Marker GS ergab für Deuterocohnia kein Amplifikat. Für Fosterella zeigte sich eine schwache Doppelbande (900 bp, 4.200 bp), für Pitcairnia sogar drei schwache Banden (900 bp, 1.500 bp, 4.200 bp). Auch nach veränderten Bedingungen konnte die Qualität der Fragmente nicht verbessert werden.

GLO/ PI Die Amplifikation des Markers GLO/PI zeigte für Fosterella ein bis zwei Banden in einer Größe von 800 bp bis 2.000 bp. Der Marker wurde nicht für Deuterocohnia und Pitcairnia getestet.

MADS MADS ergab nach der Amplifikation auf Agarose für alle untersuchten Proben ein multiples Bandenmuster mit bis zu fünf Banden zwischen 500 bp und 4.000 bp.

MS Das 2. Intron des Malatsynthase-Gens ergab für Fosterella eine schwache Doppelbande (900 bp und 1.200 bp). Pitcairnia und Deuterocohnia konnten hingegen nicht erfolgreich amplifiziert werden.

Natascha Wagner, Universität Kassel 71 Ergebnisse

Xdh Das Gen Xanthin-Dehydrogenase zeigte für Fosterella mit der Primerkombination 497F und 1869R eine distinkte Einzelbande, für Pitcairnia eine Doppelbande. Deuterocohnia zeigte keine Amplifikationsprodukte. Es wurden verschiedene Primerkombinationen und PCR-Programme ausprobiert. Das Ergebnis waren jeweils multiple Bandenmuster.

Tabelle 3.3 Übersicht der Ergebnisse des Tests auf Amplifizierbarkeit und Sequenzierbarkeit der elf getesteten nukleären Marker mit Hinweisen auf die Qualität, Lesbarkeit und Länge der Fragmente Locus Ergebnis Amplifikation Größe der Sequenzierung Fragmente Alkoholdehydrogenase (Adh) Keine Banden bei allen ‐ ‐ Akzessionen Chalconsynthase (CHS) Keine Banden bei allen ‐ ‐ Akzessionen RNA Polymerase 2 (RPB2), Intron 23 Keine Banden bzw. Schmier ‐ ‐ Glutamatsynthase (GS) Fosterella zeigte eine 900 bp, 1.500 bp, ‐ Doppelbande, 4.200bp Deuterocohnia kein Produkt, Pitcairnia zeigte drei Banden Globosa‐Protein 1 (GLO/PI) Einzelne oder Doppelbanden, ca. 800‐3.500 bp ‐ Exon 3‐6 Größenunterschiede der Banden bei den Akzessionen MADS‐1 (MADS‐Box‐Gen) Exons 3‐7 Multiple Banden bei allen ca. 500‐4.000 bp ‐ Akzessionen Malatsynthase (MS) Sehr schwache Doppelbande, ca. 900 bp, ‐ Intron 2 keine Bande für 1.200 bp Deuterocohnia und Pitcairnia Xanthindehydrogenase 497F und 1869R: ca. 1.300 bp Schlechte (Xdh) Einzelbanden für Fosterella, Sequenzen, nicht kein Produkt für auswertbar Deuterocohnia, multiple Banden bei Primerkombinationen 551F mit 1872R bzw. 1591R. Floricaula/Leafy (FLO/LFY) Fosterella und Deuterocohnia ca. 900 bp Gut lesbar, kaum zeigten jeweils eine einzelne Variabilität starke Bande, Pitcairnia zeigte keine Bande Nitratreduktase Doppelbande bzw. ca. (350 bp), Gut lesbar, Intron 3 (NIA) gelegentlich drei Banden bei 500 bp, 900 bp schlecht allen Akzessionen alignierbar Phytochrom C Einzelne distinkte Bande bei Teil A ca. 800 bp Gut lesbar, gut Exon 1 (PHYC) allen Akzessionen Teil B ca. 600 bp alignierbar

72 Phylogeographie und Populationsgenetik von Fosterella Ergebnisse

FLO/LFY Für Fosterella konnte der Marker erfolgreich amplifiziert und sequenziert werden. Die Versuche, die Akzessionen von Deuterocohnia und Pitcairnia zu amplifizieren, blieben erfolglos. FLO/LFY wurde für 14 Fosterella-Proben und Deuterocohnia brevispicata sequenziert. Davon waren 10 Proben inkl. Deuterocohnia auswertbar. Das Alignment war 540 bp lang und zeigte innerhalb von Fosterella 2 variable Positionen (Tabelle 3.4).

NIA – i3 Das dritte Intron des Nitratreduktasegens zeigte nach der Amplifikation für die meisten Fosterella-Proben zwei Banden. Gelegentlich konnten auch drei oder vier Banden beobachtet werden. Insgesamt wurden drei dominante Größen definiert: die kleinste Bande lag bei etwa 350 bp (NIA-c) und war am seltensten anzutreffen, die mittlere Bande lag bei etwa 500 bp (NIA-b) und die größte Bande bei etwa 900 bp (NIA-a). In den meisten Fällen konnte eine Kombination von NIA-a und NIA-b oder seltener NIA-b und NIA-c beobachtet werden. Die Banden wurden über Gelextraktion getrennt und aufgereinigt. Die einzelnen Teile wurden anschließend sequenziert und ausgewertet (45 Teile für 32 Fosterella-Akzessionen). Die Sequenzen waren überwiegend gut lesbar. Die Zusammenfassung der Ergebnisse sind in Tabelle 3.4 zusammengestellt.

NIA-a Bei NIA-a traten die meisten Probleme mit der Auswertbarkeit der Sequenzen auf. Dieser Bereich konnte nur für acht Fosterella-Akzessionen sequenziert und aligniert werden. Das Alignment umfasste aufgrund der schlechten Lesbarkeit 397 Positionen plus 16 Indels, die für die Berechnung kodiert wurden (simple indel coding, Simmons & Ochoterena (2000)). Insgesamt waren 56 Positionen variabel, davon 39 parsimonie-informativ. Außerdem waren 14 der 16 Indels waren parsimonie-informativ.

NIA-b Der Bereich NIA-b konnte für 24 Proben sequenziert und zu einem Alignment zusammengefügt werden. Das Alignment hatte inkl. Indels eine Länge von 495 bp. Es zeigte 97 variable Positionen, davon 67 informativ (ohne Indels). Von den 41 codierten Indels, die an das Alignment angehängt wurden, waren 33 parsimonie-informativ. Das sind insgesamt etwa 20 % informative Merkmale.

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NIA-c NIA-c konnte nur für vier Proben sequenziert und aligniert werden. Innerhalb der vier Fosterella-Proben gab es bei einer Alignmentlänge von 448 bp sieben variable Positionen. Nur 0,2 % waren parsimonie-informativ.

Bei den übrigen Fosterella-Proben war es nicht möglich, die Sequenzen zu einem Alignment hinzuzufügen. Entweder aufgrund schlechter Lesbarkeit, in den meisten Fällen aufgrund unmöglicher Alignierbarkeit. Außerdem wurden drei Fragmente (a, b, c) für Pitcairnia rubronigriflora und zwei (a, b) für Deuterocohnia longipetala sequenziert. Obwohl die Sequenzen durchaus auswertbar waren, war es unmöglich, sie zu den Fosterella-Sequenzen und/oder untereinander zu alignieren.

Tabelle 3.4 Sequenzstatistik der sequenzierten nukleären Marker (Var. = Variabilität; % Inf. = Relative Menge parsimonie‐informativer Positionen)

Locus Merkmale Länge Durchschnitt‐ % Var. % Inf. Anzahl Anzahl liche Länge Indels informativer Indels PHYC 1.114 1.081‐1.114 1.111 20,6 12,8 ‐ ‐ innerhalb 1.114 1.081‐1.114 1.111 10,2 6,8 ‐ ‐ Fosterella FLO/LFY 540 540 540 1,5 ‐ ‐ ‐ NIA‐a 397 370‐395 383 14,1 9,8 16 14 NIA‐b 454 286‐402 344 21,4 14,8 41 33 NIA‐c 448 448 448 1,5 0,2 ‐ ‐

74 Phylogeographie und Populationsgenetik von Fosterella Ergebnisse

Tabelle 3.5 Auflistung der Fosterella‐Proben, für die die NIA‐Fragmente NIA‐a, NIA‐b und NIA‐c erfolgreich sequenziert werden konnten

Art DNA‐Nr. NIA‐a NIA‐b NIA‐c ca. 900 bp ca. 500 bp ca. 350 bp F. weddelliana 37a x F. rusbyi 60a x F. yuvinkae 72a x F. robertreadii 86a x F. robertreadii 143a x F. spectabilis 144a x F. albicans B010 x x F. albicans B011 x x F. christophii B012 x x F. christophii B013 x x F. penduliflora B014 x F. penduliflora B015 x x F. petiolata B016 x F. petiolata B017 x F. robertreadii B018 x F. robertreadii B019 x x F. rusbyi B020 F. windischii B022 x F. cf. kroemeri B023 x F. cf. albicans B024 x x F. spectabilis B025 x F. villosula B026 x x F. villosula B027 x F. windischii B029 x F. albicans B030 x F. albicans B031 x F. micrantha B034 x x F. penduliflora B035 x

L 1 2 3 4 5 6 7 N L

Abb. 3.8 Agarose‐Gelbild des Markers NIA‐i3, L: 100 bp Marker, 1: F. weddelliana (37a), 2: F. yuvinkae (72a), 3: F. schidosperma (86a), 4: F. batistana (129a), 5: F. weberbaueri (138b), 6: F. graminea (143a), 7: F. spectabilis (144a), N: Negativkontrolle

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PHYC Für das erste Intron von PHYC ließen sich alle getesteten Akzessionen amplifizieren. Auf Grund der Größe des Gesamtfragments (ca. 1.200 bp) wurde der Marker in zwei sich überlappenden Teilen amplifiziert. Teil A hatte ca. 800 bp Länge, Teil B war mit ca. 600 bp etwas kürzer. Die Fragmente wurden nach erfolgreicher Amplifikation direkt sequenziert. Die Sequenzen waren gut lesbar und zeigten eine Variabilität von 12,8 % informativen Merkmalen bei einer Alignmentlänge von 1.114 bp. Innerhalb der Gattung Fosterella waren 10,2 % der Positionen variabel und 6,8 % informativ. Auf Grund guter Amplifizier-, Sequenzier- und Alignierbarkeit wurde PHYC nach den Vortests ausgewählt und für das gesamte Probenset sequenziert.

3.2.2 Phylogenetische Analysen

3.2.2.1 Phylogenien basierend auf NIA‐i3

Der Teil A des 3. Introns von NIA (NIA-a) wurde für acht Proben, der Teil B (NIA-b) für 24 Proben erfolgreich sequenziert und aligniert. Es wurde jeweils eine Maximum Parsimonie (MP)-Analyse durchgeführt. Außerdem zur statistischen Unterstützung eine Bootstrap- Analyse. Der ungewurzelte Baum für NIA-a ist in Abb. 3.9 zu sehen, der resultierende Konsensusbaum für NIA-b in Abb. 3.10. Für NIA-c wurden wegen der wenigen sequenzierten Proben keine phylogenetischen Analysen durchgeführt.

NIA‐a

Es wurden in der MP-Analyse 6 kürzeste Bäume mit 79 Schritten gefunden, der Konsistenz- Index (consistency index, CI) betrug 0,949, der Konservierungs-Index (retention index, RI) 0,957. Auf Grund der geringen Probenanzahl können nur wenige Aussagen anhand der Phylogenie von NIA-i3a gemacht werden (Abb. 3.9). In basaler Position stehen zwei Akzessionen von F. albicans (B010, B011) sowie eine Akzession von F. petiolata. F. robertreadii bildet zusammen mit der micrantha-Gruppe eine gut gestützte Klade (BW 93). Die micrantha-Gruppe ist mit einem Bootstrapwert von 100 sehr gut gestützt und enthält zwei Akzessionen von F. christophii (B012, B013; BW 99) die gemeinsam in Schwesterposition zu F. villosula und F. micrantha stehen.

76 Phylogeographie und Populationsgenetik von Fosterella Ergebnisse

NIA‐b

Es wurden in der MP-Analyse 4 kürzeste Bäume mit 171 Schritten gefunden (CI = 0,848, RI = 0,925). Man kann eine Aufteilung in zwei große Gruppen beobachten (Abb. 3.10), von denen allerdings nur eine gestützt ist (BW 84). Die eine Großgruppe enthält die rusbyi- Gruppe, bestehend aus F. rusbyi und zwei Akzessionen von F. windischii, die zusammen gruppieren (BW 80). In Schwesterposition stehen alle Akzessionen von F. robertreadii, die gemeinsam eine gut gestützte, monophyletische Gruppe bilden (BW 100) und mit einer Akzession von F. albicans zusammen stehen (BW 64).

Die zweite Großgruppe ist mit BW 84 gut gestützt und teilt sich nochmal in zwei Kladen. Die eine Klade besteht aus der albicans-Gruppe (BW 86) und enthält drei Akzessionen von F. albicans und eine Akzession von F. penduliflora. Dem gegenüber steht eine Tritomie mit einem Ast, an den zwei Akzessionen von F. spectabilis (BW 100) stehen, ein Ast mit F. yuvinkae und F. cf. albicans (BW 100) und als dritter Ast die micrantha-Gruppe.

F. christophii Ibisch 02.0002 (B012) 99

F. christophii Nowicki 2364 (B013) 100 micrantha- F. villosula Peters 06.0105 (B026) Gruppe 93 F. micrantha Welz 3124 (B034)

F. robertreadii Peters 06.0131 (B019)

F. petiolata Peters 06.0115 (B017)

F. albicans Peters 06.0056 (B011)

F. albicans Peters 06.0005 (B010)

Abb. 3.9 Ungewurzelter 50 % Majority‐Rule‐Konsensusbaum der Maximum Parsimonie‐Analyse des Locus NIA‐ a für acht Taxa der Gattung Fosterella. Die micrantha‐Gruppe ist als ein Monophylum zu erkennen. Bootstrapwerte oberhalb der gestützen Äste

Natascha Wagner, Universität Kassel 77 Ergebnisse

F. christophii Ibisch 02.0002 (B012)

99 F. christophii Nowicki 2364 (B013)

F. penduliflora Ibisch 02.0006 (B035) 100 micrantha- F. villosula Peters 06.0105 (B026) Gruppe

99 F. villosula Peters 06.0109 (B027)

F. micrantha Welz 3124 (B034)

F. yuvinkae Reichle SR1 (72a) 100 F. cf. albicans JP06.0037 (B024)

F. spectabilis Cathcart B17 (144) 100 84 F. spectabilis F. spectabilis Peters 06.0045 (B025)

F. albicans Peters 06.0056 (B011)

F. albicans Peters 06.0014 (B030) albicans-

86 F. albicans Peters 06.0005 (B010) Gruppe

F. penduliflora Peters 06.0142 (B015)

62 F. robertreadii s.n. (143) F. robertreadii Peters 06.0126 (B018) 100 F. robertreadii F. robertreadii s.n. (86a) 64 F. robertreadii Peters 06.0131 (B019)

F. albicans Peters 06.0102 (B031)

F. windischii Leme 7145 (B022) 80 F. windischii PI03.0016 (B029) rusbyi- Gruppe F. rusbyi Nowicki 2061 (60a)

F. weddelliana Nowicki 2034 (37a)

F. petiolata Peters 06.0097 (B016)

Abb. 3.10 50 % Majority‐Rule‐Konsensusbaum der Maximum Parsimonie‐Analyse basierend auf Sequenzen von 24 Fosterella‐Akzessionen des nukleären Marker NIA‐b. Über den Ästen befinden sich die Bootstrapwerte. Der Baum ist ungewurzelt.

Mit einer sehr hohen Unterstützung (BW 100) ist diese Gruppe eindeutig monophyletisch. Sie enthält je zwei Akzessionen von F. christophii und F. villosula, sowie je eine Akzession von F. penduliflora und F. micrantha. F. villosula und F. micrantha (BW 99) bilden eine Schwestergruppe zu F. christophii und F. penduliflora (BW 99).

78 Phylogeographie und Populationsgenetik von Fosterella Ergebnisse

63 F. vasquezii Ibisch 98.0117 (23b) 62 F. vasquezii Ibisch 98.0116 (63b) F. vasquezii Ibisch 93.0652 (B028) 62 F. windischii Leme 7145 (B022) 61 F. windischii Ibisch 03.0016 (139) F. windischii Ibisch 03.0016 (B029) F. windischii Leme 7144 (B021) F. kroemeri Krömer 1398b (28b) F. petiolata Peters 06.0115 (B017) 51 F. kroemeri Wagner 09.017-10 rusbyi- F. rusbyi Wagner 09.038-10 F. yuvinkae Vasquez 4510 (140) Gruppe 56 F. rusbyi Rex&Schulte 251002-3 (107b) F. rusbyi Friesen 18604 (141) F. rusbyi Wagner 09.008-10 F. rusbyi Wagner 09.018-12 F. spec. Wagner 09.020-10 F. villosula Vasquez 4623 (104a) F. villosula Wagner 09.035-10 F. villosula Wagner 09.024-10 Klade A 63 F. villosula Wagner 09.012-10 F. villosula Wagner 09.019-04 villosula- F. floridensis Ibisch 02.0001 (67a) F. weberbaueri Krömer 7286 (138) F. floridensis Wagner 09.003-10 Gruppe F. rexiae Wagner 09.013-06 76 F. christophii Wagner_09.004-04 F. christophii Wagner 09.005-10 F. penduliflora Vasquez 3729a (128) F. albicans Peters 06.0005 (B010) F. albicans Vasquez 3617 (62a) 99 F. albicans Ibisch 98.0204 (64a) F. albicans Vasquez 4626b (94c) F. albicans F. albicans Peters 06.0056 (B011) F. albicans Peters 06.0102 (B031) F. albicans Kessler 13251 (B032) F. graminea Mueller 216 (71a) 89 F. rusbyi Nowicki 2061 (60a) F. rusbyi Peters 06.0076 (B020) F. weddelliana Vasquez 3612 (13a) F. cotacajensis Kessler 9620b (76d) F. weddelliana Vasquez 3627 (36a) Klade B 83 F. weddelliana Nowicki 2034 (37a) weddelliana- 75 F. weddelliana Vasquez 3620 (56a) F. weddelliana Nowicki 2076b (58c) F. weddelliana Mijagawa s.n. (145) Gruppe F. albicans Peters 06.0014 (B030) Fosterella F. batistana Fernandes da Silva s.n. (129) F. heterophylla Vasquez 3661 (26c) F. penduliflora Vasquez 4051b (46d) F. penduliflora Vasquez 4685 (120) F. penduliflora Vasquez 3762 (34a) F. penduliflora Rex&Schulte301002_3 (118) F. penduliflora Vasquez 4003 (45a) penduliflora- 61 F. penduliflora Ibisch 98.0098 (18c) F. penduliflora Ibisch 00.0036 (50b) Gruppe F. penduliflora Mueller 150 (93a) F. penduliflora Vasquez 3624 (55a) F. penduliflora Friesen 18605 (136) F. albicans Peters 06.0037 (B024) F. weberbaueri Vasquez 3570 (48b) F. weberbaueri Mueller 217 (95c) 84 F. weberbaueri Vasquez 4656 (121) weberbaueri- F. weberbaueri Wagner 09.025-10 F. villosula Peters 06.0109 (B027) Gruppe 100 F. caulescens Rauh 40579a (3a) F. rexiae Vasquez 3673 (9d) 97 F. christophii Ibisch 98.0173 (25f) 55 F. christophii Nowicki 2364 (B013) F. micrantha N.Schütz 111210 micrantha- F. micrantha Welz 3124 (B034) F. christophii Wagner 09.030-10 Gruppe F. christophii Ibisch 02.0002 (B012) F. robertreadii s.n. (86a) 99 F. robertreadii Friesen 18606 (135) 58 F. robertreadii s.n. (143) F. robertreadii F. robertreadii Peters 06.0126 (B018) F. robertreadii Peters 06.0131 (B019) 100 F. spectabilis Cathcart B17 (144) F. spectabilis Peters 06.0045 (B025) F. gracilis Rex&Schulte 281002-6 (117a) F. spectabilis 72 F. spec. Wagner 09.036-09 F. petiolata Wagner 09.037-10 F. penduliflora Vasquez 3817 (22c) F. penduliflora Vasquez 3406 (35a) F. yuvinkae Reichle SR1 (72a) F. penduliflora Peters 06.0138 (B014) F. penduliflora Peters 06.0142 (B015) F. kroemeri Vasquez 3674a (B023) F. hatschbachii Leme 7100 (B033) F. penduliflora Ibisch 02.0006 (B035) F. penduliflora Wagner 09.001-08 F. penduliflora Wagner 09.002-04 51 D. recurvipetala Rauh 64236 (N144) D. digitata Schütz 06.098 (N192) D. schreiteri Schütz 06.106 (N199) D. lorenziana s.n. (N120) 94 67 55 D. brevispicata Hrodmanik 5213 (N112) Deuterocohnia D. strobilifera Schütz 06.048 (N216) 99 D. meziana Schütz, N. 06.011a (N213) D. meziana Gouda 95-21 (N244) D. brevifolia s.n. (N106) Dy. granmogulensis Rauh 56484 (FK0007) Dy. remotiflora Horst s.n. (FK0011) 52 Dy. microcalyx Till 6021 (FK0009) Dy. brevifolia Braun 840 (FK0010) 100 Dy. velascana Till 5012 (FK0006) Dy. estevesii Braun s.n. (FK0004) Dyckia 61 50 Dy. estevesii Esteves-Pereira s.n. (FK0005)

Dy. estevesii Braun s.n. (FK0001) Außengruppe Puya ferruginea Rauh s.n. (FK0082) 90 P. rubronigriflora Rauh 53676 (Pit 29) 100 P. integrifolia Innes s.n. (Pit_24) Pitcairnia P. lopezii Goebel s.n. (Pit01) O. elegans BGH102663 (BT58) Til. usneoides BGH130959 (BT70)

Abb. 3.11 50 % Majority‐Rule‐Konsensusbaum der Maximum Parsimonie Analyse basierend auf dem nukleären single‐copy Marker PHYC für 116 Taxa. Bootstrapwerte über den Ästen. Die Außengruppe besteht aus Akzessionen von Deuterocohnia (D.), Dyckia (Dy.), Pitcairnia (P.), Puya, Ochagavia (O.)und Tillandsia (Til.)

Natascha Wagner, Universität Kassel 79 Ergebnisse - -

rusbyi- Gruppe villosula- Gruppe F. albicans weddelliana Gruppe F. robertreadii F. spectabilis weberbaueri -Gruppe micrantha -Gruppe penduliflora Gruppe Deuterocohnia Dyckia Pitcairnia

Fosterella Außengruppe ) Wagner 09.035-10 Wagner 130959 (BT70) 130959 Vásquez 4623 4623 Vásquez (104a H BG F. villosula Wagner 09.024-10 F. villosula Ibisch 98.0116 (63b) Ibisch 98.0117 (23b) 98.0117 Ibisch Leme 7144 (B021) 7144 Leme Peters 06.0045 (B025) 06.0045 Peters Ibisch 93.0652(B028) Ibisch 03.0016(139) Ibisch 03.0016 (B029) 03.0016 Ibisch Til. usneoides Til. F. villosula Esteves Pereira s.n.(FK0005) Braun s.n. (FK0004) s.n. Braun Leme 7145 (B022) 7145 Leme BGH (Pit 29) Wagner 09.012-10 Wagner 09.019-04 Rauh (FK0007) 56484 F.vasquezii F.vasquezii Krömer (138) 7286 pectabilis Wagner 09.003-10 Ibisch 02.0001 (67a) s Wagner 09.038-10 Wagner F. windischii Peters 06.0115(B017) Wagner 09.013-06 Wagner F.vasquezii F. 0,94 Cathcart B17 (144) F. windischii F. windischii Vásquez 4510 (140)Vásquez 4510 Dy.estevesii Dy. estevesii Peters 06.0109 (B027) 06.0109 Peters BGH (PitBGH 24) Braun s.n. (FK0001) s.n. Braun F. villosula F. F. villosula F. windischii Wagner 09.017-10 F. rusbyi Vásquez 3729a (128) Vásquez 0,99 0,66 Ibisch 98.0204 (64a) 98.0204 Ibisch P. rubronigriflora F. petiolata BGH (PitBGH 01) F. weberbaueri 0,97 Müller (95c) 217 F. floridensis Horst s.n. (FK0011) F. floridensis Peters 06.0005 (B010) Peters 06.0005 F. cf. rexiaeF. cf. Rex&Schulte 281002-6 (117a) Rex&Schulte 281002-6 Leme 7100 (B033) 7100 Leme Rauh 40579a (3a) 0,98 Peters 06.0138 (B014) 06.0138 Peters Kessler 13251 (B032) Kessler 13251 F. yuvinkae F. spectabilis 0,94 0,66 Vásquez 3570 (48b) 3570 Vásquez Wagner 09.025-10 Wagner Vásquez 4656 4656 Vásquez (121) F. villosula Schuetz 06.011a (N213) 06.011a Schuetz Dy. granmogulensis Dy. Reichle (72a) SR1 Friesen 18604 (141) 18604 Friesen Wagner 09.018-12Wagner Wagner 09.008-10Wagner Rex&Schulte 251002-3 (107b) Vásquez 3617(62a) Vásquez 4626b (94c) Peters 06.0102 (B031) Peters 06.0102 Peters 06.0056 (B011) Peters 06.0056 F. kroemeri Kroemer (28b) 1398b Dy. estevesii F. kroemeri Till 5012 (FK0006) 5012 Till P. integrifolia P. 0,98 Vásquez 3673 (9d) 3673 Vásquez Wagner 09.020-10 Kessler (76d) 9620b . Till 6021 (FK0009) P. lopezii P. 0,99 F. albicans 3612 (13a) Vásquez Peters 06.0126 (B018) Peters(B019) 06.0131 F. gracilis F. penduliflora F. albicans F. Peters 06.0076 (B020) Müller 216 (71a) 216 Müller Hrodmanik 5213 (N112) Braun 840 Braun (FK0010) F. albicans F. Mijagawa (145) s.n. Nowicki 2076b (58c) F. rusbyi F. rusbyi F. rusbyi F. rusbyi F.spec F. weberbaueri Dy. remotiflora D. meziana F. caulescens F. rexiae Nowicki 2364 (B013) 2364 Nowicki F. yuvinkae Ibisch 98.0173 (25f) 98.0173 Ibisch 0,94 s.n. (143) s.n. s.n. (86a) s.n. Friesen 18606 (135) F. hatschbachii F. F. albicans F. F. albicans F. F. albicans F. F. albicans F. F. penduliflora Wagner 09.036-09 Vásquez 3627 3627 (36a) Vásquez Nschuetz 111210 Vásquez 3620 (56a) 3620 Vásquez Nowicki 2034 (37a) 0,99 Schuetz 06.048 (N168) 06.048 Schuetz F. weberbaueri F. weberbaueri F. weberbaueri 0,98 0,97 Wagner 09.004-04 Dy.velascana Schuetz 06.098 (N192) F. rusbyi Peters 06.0014 (B030) F. cotacajensis Rauh 64236 (N144) Nowicki 2061(60a) Dy. microcalyx 0,99 0,63 F. weddelliana F. graminea F. robertreadii F. robertreadii F. spec. s.n. (N120) Dy. brevifolia Wagner 09.005-10 Wagner 09.037-10 Wagner F. weddelliana F. weddelliana D. brevispicata F. christophii F. christophii Wagner 09.030-10Wagner 0,68 Schuetz 06.106 (N199)Schuetz F. micrantha Fernandes da Silva s.n.(129) D. digitata F. robertreadii F. robertreadii F. robertreadii (B015) 06.0142 Peters 1 F. weddelliana F. weddelliana D. strobilifera F. weddelliana F. rusbyi 1 Vásquez 3661 (26c) 3661 Vásquez F. christophii Gouda (N244) 95-21 Vásquez 3817 (22c) F. albicans F. 0,83 0,79 Vásquez 3406 (35a) Vásquez 4051b 46d 4051b Vásquez Welz 3124 (B034) 3124 Welz Ibisch 98.0098 (18c) Ibisch 00.0036 (50b) 00.0036 Ibisch Ibisch 02.0002 (B012) Vásquez 3762(34a) Vásquez 4003(45a) s.n. (N106) s.n. BGH102663 (BT58) F. petiolata D. lorenziana D. D. recurvipetala 0,52 0,96 Vásquez 3624 (55a) 3624 Vásquez F. christophii Rex&Schulte (118) 301002-3 0,89 1 1 F. batistana Müller 150 (93a) 150 Müller Vásquez 4685(120) F.christophii Wagner 09.002-04 Wagner 0,99 D. schreiteri Ibisch 02.0006 (B035) 02.0006 Ibisch Wagner 09.001-08 Friesen 18605 (136) Rauh s.n. (FK0082) 1 D. meziana Vásquez 3674a Vásquez 3674a (B023) F. penduliflora 0,91 Peters 06.0037 (B024) 06.0037 Peters 1 F. penduliflora F. heterophylla F. micrantha O. elegans F. penduliflora F. christophii D. brevifolia F. penduliflora 0,86 0,71 F. penduliflora F. penduliflora 0,65 0,95 F. penduliflora 0,99 0,98 F. penduliflora F. penduliflora F. penduliflora 0,94 F. kroemeri F. penduliflora F. penduliflora F. albicans F. F. penduliflora F. penduliflora F. penduliflora 0,97 F. penduliflora Puya ferruginea 0,97 0,83 0,67 0,91 0,55 1 0,51 Klade A 1 Klade C Klade B 1 1 0,96 0,52 1 0,63 0,63

Abb. 3.12 Ergebnis der Bayes´schen Analyse basierend auf 116 Sequenzen des nukleären single‐copy Markers PHYC. Posterior Probability‐Werte oberhalb der Äste. Die Außengruppe besteht aus Akzessionen von Deuterocohnia (D.), Dyckia (Dy.), Pitcairnia (P.), Puya, Ochagavia (O.) und Tillandsia (Til.)

80 Phylogeographie und Populationsgenetik von Fosterella Ergebnisse

3.2.2.2 Phylogenien basierend auf PHYC

Mit der Sequenzmatrix von PHYC basierend auf 116 Taxa, davon 24 Fosterella-Arten (93 Akzessionen), wurde eine Maximum Parsimonie (MP), eine Maximum Likelihood (ML) und eine Bayes´sche Analyse (BA) durchgeführt. Die Sequenzstatistiken können der Tabelle 3.4 entnommen werden. Insgesamt war das Alignment 1.114 Basen lang und zeigte 12,5 % informative Positionen. Die Bäume wurden mit Ochagavia elegans (Bromelioideae) und Tillandsia usneoides (Tillandsioideae) gewurzelt. Es wurden in der MP-Analyse 7.000 kürzeste Bäume mit 397 Schritten gefunden, CI = 0,660, RI = 0,881.

Die folgenden Beschreibungen beziehen sich auf den abgebildeten MP-Majority-Rule- Konsensusbaum inklusive Bootstrapwerte (BW, Abb. 3.11) und den Baum aus der Bayes'schen Analyse inklusive Posterior Probabilities (PP, Abb. 3.12).

Pitcairnia steht als monophyletische Gruppe (BW 100, PP 1) an der Basis der Pitcairnioideae. In der Bayes´schen Analyse folgt eine Gruppe, in der Puya in Schwesterbeziehung zu Dyckia steht (BW 61, PP 0,96) und beide eine Schwestergruppe zu Deuterocohnia und Fosterella bilden. In der MP-Analyse bilden Dyckia inkl. Puya, Deuterocohnia und Fosterella eine Trichotomie. Deuterocohnia ist jeweils monophyletisch (BW 99, PP 1) und steht in der Bayes’schen Analyse in Schwesterbeziehung mit Fosterella (PP 0,52). In allen Analysen ist Fosterella eindeutig monophyletisch (BW 99, PP 1).

Innerhalb von Fosterella können drei Kladen mit jeweils einigen Gruppen beobachtet werden, die mäßig bis gut gestützt sind (Abb. 3.11 und 3.12). Die Auflösung ist gering und fast alle Gruppen entspringen einer basalen Polytomie. Insgesamt gruppieren oft die Akzessionen einer Art zusammen.

Klade A

Klade A enthält zwei Gruppen und eine Untergruppe, die nur in der Bayes´schen Analyse statistische Unterstützung haben.

Die rusbyi-Gruppe ist nur mäßig gestützt (BW 56, PP 0,63). Akzessionen von F. kroemeri, F. yuvinkae, F. petiolata und F. rusbyi (NW09.038) bilden gemeinsam mit der vasquezii-

Natascha Wagner, Universität Kassel 81 Ergebnisse windischii-Gruppe einen Komplex (BW 50, PP 0,94). Vier weitere Akzessionen von F. rusbyi und eine F. spec. (NW 09.020) stehen in einer Polytomie.

Die vasquezii-windischii-Gruppe (BW 61, PP 0,99) enthält alle Akzessionen dieser beiden Arten, wobei die drei Akzessionen von F. vasquezii eine monophyletische Gruppe bilden (BW 63, PP 0,99). Drei der vier F. windischii-Akzessionen gruppieren ebenfalls zusammen (kein BW, PP 0,66), während eine Akzession von F. windischii (Leme 7145) in Schwesterposition zu F. vasquezii steht. F. windischii ist dadurch polyphyletisch.

In Schwesterposition (Bayes, PP 0,96) zur rusbyi-Gruppe bzw. in einer unaufgelösten Tritomie (MP) steht die villosula-Gruppe (PP 0,98). Sie enthält fünf Akzessionen von F. villosula von denen drei eine Gruppe bilden (PP 0,97). Die verbleibenden beiden Akzessionen (NW09.019 und NW09.024) stehen ebenfalls zusammen (PP 0,98) und in einer Polytomie mit Akzessionen von F. floridensis, F. weberbaueri (Krömer 7286) und F. rexiae (NW09.013).

Zwei Akzessionen von F. christophii (NW 09.004, NW09.005) stehen ebenfalls in Klade A und gruppieren zusammen (MP, BW 75) bzw. stehen in einer Polytomie (Bayes´sche Analyse).

Klade B

Klade B ist mit PP 0,83 gestützt, in der MP-Analyse ist sie ungestützt (Abb. 3.11). Sie enthält zwei Gruppen sowie weitere Akzessionen.

Die weddelliana-Gruppe kommt in allen Analysen vor und ist mit BW 83 bzw. PP 0,99 gut gestützt. Basal zu dieser Gruppe steht die Akzession JP06.0014 F. albicans. Zusammen mit dieser Akzession ergibt sich eine statistische Unterstützung von BW 75 bzw. PP 0,98.

Die albicans-Gruppe steht in ungestützter Schwesterposition zur weddelliana-Gruppe (MP) bzw. in einer Tritomie mit F. weddelliana und F. rusbyi-Akzessionen. Außerhalb der gut gestützten Gruppe (BW 99, PP 1) befindet sich F. graminea (Müller 216) in basaler Position. Innerhalb der albicans-Gruppe finden sich sieben F. albicans-Akzessionen und eine Akzession von F. penduliflora (RV3729a).

82 Phylogeographie und Populationsgenetik von Fosterella Ergebnisse

Weiterhin enthält Klade B zwei Akzessionen von F. rusbyi, die mit BW 89 bzw. PP 1 zusammen gruppieren. In der MP-Analyse sind sie ungestützt in Schwesterposition zu F. graminea und der albicans-Gruppe, in der Bayes´schen Analyse stehen sie mit den eben genannten in einer Polytomie. Die einzige Akzession von F. batistana steht in der MP- Phylogenie Basal in der Klade, in der Bayes´schen Analyse in der Polytomie.

Klade C

Klade C existiert nur in der Bayes´schen Analyse und beinhaltet eine Gruppe und weitere einzelne Akzessionen (Abb. 3.12). In der Maximum Parsimonie-Analyse entspringen die darin enthaltenen Gruppen alle der basalen Polytomie.

Die robertreadii-Gruppe (BW 58, PP 0,89) enthält alle untersuchten Akzessionen von F. robertreadii. In der Bayes´schen Analyse steht sie in Schwesterbeziehung (PP 0,68) zu einer Gruppe mit je einer Akzession von F. yuvinkae, F. gracilis, F. penduliflora und F. hatschbachii.

Weiterhin enthält Klade C die beiden Akzessionen von F. spectabilis, die mit BW 100 und PP 1 zusammenstehen. In der MP-Analyse befindet sich F. gracilis an der Basis von F. spectabilis, allerdings ungestützt. F. spec. (NW09.036) steht in der MP-Analyse zusammen mit F. petiolata (NW09.037; BW 71,9, PP 0,99) ungestützt in Schwesterposition zu F. spectabilis und F. gracilis. In der Bayes´schen Analyse entspringen sie der Polytomie. Ebenso die Zweiergruppe bestehend aus F. caulescens und F. rexiae (PP 1).

In der Maximum Parsimonie- und der Bayes´schen Analyse können weitere Gruppen beobachtet werden:

Die weberbaueri-Gruppe (BW 84, PP 1) enthält neben den Akzessionen von F. weberbaueri auch eine Akzession von F. villosula (JP06.109).

Zwei Akzessionen von F. christophii formen mit F. micrantha die micrantha-Gruppe (BW 54, PP 0,94). In der MP-Analyse stehen weitere Akzessionen dieser beiden Arten ungestützt mit ihnen in einer Gruppe.

Natascha Wagner, Universität Kassel 83 Ergebnisse

In der MP-Analyse ergibt sich die nichtgestützte penduliflora-Gruppe, die neben Akzessionen von F. penduliflora auch eine Akzession von F. heterophylla (RV3661) und eine Akzession von F. albicans (JP06.0037) enthält.

Alle anderen Akzessionen stehen in der in beiden Bäumen vorkommenden, basalen Polytomie.

3.3 AFLPs ‐ Amplified Fragment Length Polymorphisms

Um ein besseres Verständnis der Entstehung von Fosterella-Arten zu erhalten, wurden zwei interessante Gruppen (basierend auf der Chloroplasten-Phylogenie) ausgewählt. Die penduliflora-Gruppe enthält die weitverbreitete Art F. penduliflora sowie die gelbblütige, kleinräumig verbreitete Art F. gracilis. Die micrantha-Gruppe beinhaltet drei Arten. F. micrantha ist die einzige in Mittelamerika vorkommende Fosterella-Art. Ihre beiden Schwesterarten kommen in Bolivien vor. F. christophii ist endemisch in einem kleinen Gebiet in Santa Cruz wohingegen F. villosula ein weiträumigeres Gebiet in den Yungas besiedelt. Es wurden Populationen á ca. zehn Individuen der jeweiligen Arten beider Gruppen gesammelt und nach der DNA-Isolation einer AFLP-Analyse unterzogen (vgl. 2.5).

3.3.1 penduliflora‐Gruppe

Für die penduliflora-Gruppe wurden insgesamt 18 Primerkombinationen und 11 Populationen (126 Populationsproben) getestet. Darunter waren acht F. penduliflora-Populationen (99 Akzessionen) und drei F. gracilis-Populationen (27 Akzessionen; siehe Tabelle 2.2)

Für ein kleineres Set, bestehend aus jeweils drei Populationen von F. gracilis und F. penduliflora (insg. 64 Akzessionen) wurden 18 Primerkombinationen (siehe Tabelle 2.13) getestet. Davon konnten 51 Individuen erfolgreich ausgewertet werden. Es ergab sich eine Null-Eins-Matrix mit 2.155 Allelen.

Mit der resultierenden Matrix wurden eine Neighbour Joining-Analyse, eine NeighbourNet- Analyse, eine PCo-Analyse (NTSYSpc2.0) und ein Manteltest durchgeführt.

84 Phylogeographie und Populationsgenetik von Fosterella Ergebnisse

Für die finalen Analysen wurden sechs Primerkombinationen (MseI-ACA und MseI-AGA jeweils kombiniert mit den drei HindIII-Primern, vgl. Tab. 2.13) für insgesamt 11 Populationen (126 Individuen) getestet, davon waren acht Populationen (51 Akzessionen) aus F. penduliflora und drei Populationen (25 Akzessionen) aus F. gracilis erfolgreich. Die Fundorte der Populationen sind in Abb. 3.14 dargestellt. Die resultierende Null-Eins-Matrix enthielt 76 Taxa und 948 Allele.

Mit diesen Daten wurde ein Neighbour Joining-Baum und ein NeighbourNet berechnet. Außerdem wurde eine Structure-Analyse, eine PCoA und eine AMOVA durchgeführt.

3.3.1.1 AMOVA

Die AMOVA der penduliflora-Gruppe ergab eine Variabilität innerhalb der Populationen von 52,20 %. Die Variabilität zwischen den Populationen lag bei 14,03 % und die zwischen den beiden Arten bei 32,77 % (Tabelle 3.6). Diese Werte sind statistisch signifikant. Die Trennung der beiden Arten wird auch in dieser Analyse unterstützt.

Tabelle 3.6 Ergebnisse der AMOVA jeweils für die Analyse von sechs Primerkombinationen für die penduliflora‐ und die micrantha‐Gruppe penduliflora‐Gruppe Variabilität [%] Variabilität [%] Zwischen den Arten 32,77 Zwischen den Populationen 14,03 Zwischen den Populationen 36,78 innerhalb der Arten Innerhalb der Populationen 53,20 Innerhalb der Populationen 63,22 micrantha‐Gruppe Variabilität [%] Variabilität [%] Zwischen den Arten 4,19 Zwischen den Populationen 14,25 Zwischen den Populationen 17,35 innerhalb der Arten Innerhalb der Populationen 81,56 Innerhalb der Populationen 82,65

Natascha Wagner, Universität Kassel 85 Ergebnisse

60 F.penduliflora IM0001-9 99 F. penduliflora IM0003 F. penduliflora IM0004-6 F. penduliflora IM0015-6 100 F. penduliflora IM0001-5 61 F. penduliflora IM0001-6 F. penduliflora IM0015-1 52 F. penduliflora IM0001-8 F. penduliflora IM0015-2 98 F. penduliflora IM0004-1 F. penduliflora IM0004-5 F. penduliflora IM0004-7 F. penduliflora IM0017 VI F. penduliflora IM0015-5 F. penduliflora IM0004-4 F. penduliflora IM0004-2 F. penduliflora IM0004 F. penduliflora IM0007 F. penduliflora IM0018 F. penduliflora IM000-1 F. penduliflora IM0002 F. penduliflora IM0016 F. penduliflora IM0009 F. penduliflora IM0114-2b F. penduliflora IM0009-1 F. penduliflora NW09002-4 F. penduliflora W024 61 F. penduliflora W027 58 F. penduliflora W029

F. penduliflora W036 F. penduliflora F. penduliflora W033 F. penduliflora W032 F. penduliflora W030 51 96 F. penduliflora W016 63 F. penduliflora W034 F. penduliflora W038 V 100 67 F. penduliflora W020 F. penduliflora W021 F. penduliflora W019 91 58 90 F. penduliflora W017 F. penduliflora W018 100 F. penduliflora W023 70 F. penduliflora W022 59 F. penduliflora NW09.001-4 64 F. penduliflora NW09.001-7 94 IV F. penduliflora NW09.001-3 F. penduliflora NW09.001-5 85 F. penduliflora W025 100 F. penduliflora W035 100 63 F. penduliflora W037 III F. penduliflora W028 99 F. gracilis NW09.021-7 98 F. gracilis NW09.021-8 76 F. gracilis NW09.021-3 85 83 F. gracilis NW09.021-2 100 F. gracilis NW09.022-5 80 F. gracilis NW09.022-8 II 66 F. gracilis NW09.023-5 F. gracilis NW09.023-6 F. gracilis NW09.021-10 F. gracilis NW09.022-10 83 F. gracilis NW09.022-6 F. gracilis NW09.023-1 55 F. gracilis NW09.022-7 57 69 F. gracilis NW09.023-10 F. gracilis NW09.023-8

F. gracilis NW09.023-2 F. gracilis 71 61 F. gracilis NW09.021-6 65 F. gracilis NW09.021-9 I 82 99 F. gracilis NW09.021-5 F. gracilis NW09.022-1 66 F. gracilis NW09.022-2 70 F. gracilis NW09.023-4 F. gracilis NW09.023-7 F. gracilis NW09.021-1 F. gracilis NW09.021 frisch Abb. 3.13 Neighbour Joining‐Analyse der penduliflora‐Gruppe basierend auf den AFLP‐Daten von sechs Primerkombinationen; Gruppe I+II F. gracilis, III‐VI F. penduliflora. Bootstrapwerte oberhalb der Äste

86 Phylogeographie und Populationsgenetik von Fosterella Ergebnisse

BOLIVIEN

NW09.0021-NW09.0023

IM0114-0117

IM0004-0008, IM0015-0018 NW09.001, NW09.002 IM0001-0003 IM0009-0011

JP06.0054 (W016-W040)

Abb. 3.14 Fundpunkte der untersuchten Populationen der penduliflora‐Gruppe. F. penduliflora (grün), F. gracilis (gelb)

Abb. 3.15 NeighbourNet der penduliflora‐Gruppe, basierend auf 948 Allelen resultierend aus sechs Primerkombinationen für 76 Individuen aus acht F. penduliflora‐Populationen (grün) und drei F. gracilis‐ Populationen (gelb)

Natascha Wagner, Universität Kassel 87 Ergebnisse

K=2

1-10 NW09.021 F. gracilis 52-58 IM001 F. penduliflora 11-18 NW09.022 F. gracilis 59-66 IM004 F. penduliflora 19-25 NW09.023 F. gracilis 67-68 IM009 F. penduliflora 26-29 NW09.001 F. penduliflora 69-75 IM015 F. penduliflora 30 NW09.002 F. penduliflora 76 IM114 F. penduliflora 31-51 JP06.054 F. penduliflora

K=4

Abb. 3.16 Ergebnis der Structure‐Analyse des AFLP‐Datensatzes basierend auf sechs Primerkombinationen für 76 Individuen aus 8 Populationen von F. penduliflora (26 bis 76) und 3 Populationen von F. gracilis (1‐25). Die Abbildung zeigt das Ergebnis für K=2 genetische Cluster (oben) und K=4 genetische Cluster (unten). Zusätzlich wurden die Ergebnisse nach Q sortiert, dadurch werden die vier Gruppen deutlich.

3.3.1.2 Neighbour Joining‐Analyse

In der Neighbour Joining-Analyse (Abb. 3.13) sind die beiden Arten F. penduliflora und F. gracilis gut voneinander getrennt (BW 100). Da es sich um einen ungewurzelten Baum handelt, ist F. gracilis nicht monophyletisch. F. gracilis teilt sich in zwei Gruppen (I und II). Beide Gruppen beinhalten jeweils Akzessionen aus allen drei untersuchten Populationen, Gruppe I hauptsächlich NW9.022 und NW09.023, Gruppe II hauptsächlich Akzessionen von NW09.021. An der Basis steht ein Individuum dessen DNA aus Frischmaterial aus dem Gewächshaus isoliert wurde (NW09.021 frisch).

88 Phylogeographie und Populationsgenetik von Fosterella Ergebnisse

F. penduliflora teilt sich in vier Gruppen (III-VI). Gruppe III beinhaltet die Individuen W025, W028, W036 und W037 und ist mit BW 100 sehr gut gestützt. Gruppe IV (BW 94) enthält die Population NW09.001 mit allen vier getesteten Individuen und steht in Schwesterposition zu Gruppe V (BW 91) mit den restlichen Individuen der Population JP06.054 (W022-W038). Die Gruppe VI ist nicht gestützt und enthält alle Akzessionen IM sowie NW09.002-4 und W024 in basaler Position. Das Schwesterverhältnis der Gruppen IV und V zu VI ist mit einem Bootstrapwert von 96 ebenfalls gut gestützt.

3.3.1.3 NeighbourNet‐Analyse

Bei der NeighbourNet-Analyse (Abb. 3.15) ist eine deutliche Trennung der beiden untersuchten Arten der penduliflora-Gruppe voneinander zu beobachten. Sowohl im kleinen, als auch im großen Probenset zeigt sich zwischen F. gracilis und F. penduliflora ein großer Split.

Innerhalb von F. penduliflora lassen sich drei größere Gruppen beobachten (Abb. 3.18). Gruppe I beinhaltet alle Individuen der südlichsten Population JP06.054 (W16-W40). Dies war mit 20 Individuen auch die größte besammelte Population. Gruppe II beinhaltet die beiden Populationen NW09.001 und NW09.002, die Proben stammen aus der Nähe von Santa Cruz. Gruppe III besteht aus allen übrigen F. penduliflora-Populationen von Standorten der Yungas von La Paz bis Santa Cruz.

Innerhalb von F. gracilis gruppieren je mehrere Individuen der drei untersuchten Populationen zusammen. Dies geschieht nicht durchgehend nach ihrer Populations- zugehörigkeit. So gruppieren beispielsweise der Großteil der Individuen der Population NW09.021 zusammen, allerdings gruppieren auch drei Individuen mit Individuen der Population NW09.022 zusammen und eine Akzession steht allein. Ein solches Verhalten ist bei allen drei Populationen zu beobachten. Deshalb werden alle F. gracilis-Populationen gemeinsam als Gruppe IV bezeichnet.

Natascha Wagner, Universität Kassel 89 Ergebnisse

3.3.1.4 Structure‐Analyse

Bei der Structure-Analyse (Abb. 3.16) zeigt der dargestellte Blot für K=2 genetische Cluster ein sehr deutliches Muster, bei dem die Individuen von F. gracilis klar von den Individuen von F. penduliflora getrennt sind. K=4 erhält den größten statistischen Support. Der dargestellte Blot (Abb. 3.16) zeigt vier Gruppen. Positionen 1-25 sind die Individuen der F. gracilis-Populationen (grün) und entsprechen Gruppe IV der NeighbourNet-Analyse und Gruppe I+II der NJ-Analyse. Die Positionen 26-30 entsprechen der Gruppe II des NeighbourNet und enthalten die Populationen NW09.001 und NW09.002. Die Positionen 31 bis 51 zeigen die Ergebnisse für die Population JP06.054 (gelb) und entsprechen der Gruppe I im NeighbourNet bzw. Gruppe III und V des NJ-Baumes. Die verbleibenden Proben (52-76) sind die Individuen der Gruppe III des NeighbourNet bzw. Gruppe VI der NJ-Analyse (rot dargestellt).

3.3.1.5 PCo‐Analyse und Manteltest

Neben einer PCo-Analyse für das gesamte Set wurde für ein kleineres Datenset dieser Gruppe, bestehend aus 51 Individuen aus jeweils drei Populationen von F. penduliflora und F. gracilis ein Manteltest durchgeführt. Die Ergebnisse bestätigen die oben erwähnten Resultate. Die Trennung der beiden Arten war signifikant. Ebenfalls konnten die Populationen voneinander getrennt werden (Abb. 3.17, PCoA). Der Manteltest zeigte einen Korrelationskoeffizient von genetischer und geographischer Distanz von 0.826920.

90 Phylogeographie und Populationsgenetik von Fosterella Ergebnisse

0.28

NW09.002-4 F. penduliflora F. gracilis 0.13

W024 I+II

W035 W025

III -0.03 W037

Dim-2 IV

W022

-0.18

-0.34 -0.25 -0.08 0.10 0.28 0.45 Dim-1

F. penduliflora VI F. gracilis IV 0.11 V I+II

-0.07-0.07

Dim-3 -0.25-0.25

-0.43-0.43 Dim-2 0.13 -0.03

-0.18 -0.34-0.34-0.61-0.61 -0.25-0.25 III -0.08-0.08 0.10 Dim-1 0.28 0.45

Abb. 3.17 Dargestellte Ergebnisse der PCo‐Analyse der penduliflora‐Gruppe basierend auf sechs selektiven Primerkombinationen der AFLP‐Daten (oben 2D, unten 3D) Die Gruppen I‐VI entsprechen der Gruppierung der NJ‐Analyse (s. Abb. 3.13). F. gracilis ist in gelb/orange dargestellt, die F. penduliflora‐Proben in verschiedenen Grüntönen ihrer Gruppenzugehörigkeit entsprechend.

Natascha Wagner, Universität Kassel 91 Ergebnisse

3.3.1.6 Biogeographie

Der Vergleich des NeighbourNet mit den Fundpunkten der untersuchten Populationen (Abb. 3.14) ergibt ein geographisches Muster.

Die Gruppe I umfasst die Population an der südlichen Grenze Boliviens. Gruppe II beinhaltet zwei Populationen in der Nähe von Santa Cruz. Gruppe III beinhaltet die F. penduliflora- Populationen IM001 bis IM114, die in den Yungas bei La Paz und Santa Cruz gesammelt wurden. Gruppe IV beinhaltet die drei F. gracilis-Populationen NW09.021-NW09.023 von den Ufern des Rio Beni in Beni, Bolivien (Abb. 3.18)

F. gracilis

IV BOLIVIA I IV

III II II

F. penduliflora III

Abb. 3.18 Vergleich des NeighbourNet‐Netzwerkes mit den Aufsammlungsorten der Populationen der penduliflora‐Gruppe. Es ergeben sich vier Gruppen. Eine Gruppe (I) umfasst die Population an der südlichen Grenze Boliviens. Gruppe II beinhaltet zwei Populationen von Santa Cruz und Gruppe III die übrigen F. penduliflora‐Populationen der Yungas bei La Paz und Santa Cruz. Gruppe IV umfasst die drei F. gracilis‐ Populationen von den Ufern des Rio Beni.

92 Phylogeographie und Populationsgenetik von Fosterella Ergebnisse

3.3.2 micrantha‐Gruppe

Die Populationsproben umfassten für die micrantha-Gruppe 265 Individuen aus insgesamt 30 Populationen, davon 11 Populationen (104 Individuen) von F. villosula, 8 Populationen (66 Individuen) von F. christophii und 11 Populationen (99 Individuen) von F. micrantha. Es wurden sechs Primerkombinationen für das gesamte Probenset getestet, für mehr als die Hälfte der Proben (53 %) wurden neun Primerkombinationen getestet.

Die Primerkombinationen MseI-ACA mit je HindIII-ACA, -AAC und –AGC konnten für 180 Individuen erfolgreich verwendet werden. Die Kombination mit drei weiteren Primerkombinationen (MseI-AGA mit den drei HindIII-Primern), also in Summe sechs Primerkombinationen, war für insgesamt 109 Individuen erfolgreich: 6 Populationen (26 Individuen) von F. micrantha, 6 Populationen (35 Individuen) von F. christophii und 9 Populationen (48 Individuen) von F. villosula. Im Folgenden werden die Ergebnisse der Sechs-Primerkombinations-Analyse dargestellt.

3.3.2.1 AMOVA

Die Ergebnisse der AMOVA für die Matrix basierend auf sechs Primerkombinationen und 109 Individuen können aus der Tabelle 3.6 entnommen werden. Auffällig ist eine sehr geringe genetische Variabilität (4,19 %) zwischen den Arten. Die Arten sind genetisch schlecht voneinander getrennt. Die Variabilität innerhalb der Populationen ist mit 81,56 % recht hoch.

3.3.2.2 Neighbour Joining‐Analyse

Die Neighbour Joining-Analyse ergibt eine Aufteilung in neun monophyletische Gruppen. Diese Gruppen lassen sich selten ausschließlich bestimmten Populationen zuordnen und ebenfalls nicht ihrer Artzugehörigkeit. Deshalb werden sie, abgesehen von den "micrantha- Gruppen", mit den römischen Ziffern I bis VII gekennzeichnet (Abb. 3.19).

An der Basis des Baumes finden sich zunächst einzelne Individuen verschiedener Populationen (IM0019, IM0033, IM0043, IM0046, IM0124). Die Gruppe VII ist die basalste Gruppe der Phylogenie. Sie ist nicht gestützt und beinhaltet Akzessionen der F. villosula- Populationen IM0012, IM0019, IM0022 und der F. christophii-Populationen IM0052. In

Natascha Wagner, Universität Kassel 93 Ergebnisse abgeleiteter Position in dieser Gruppe befindet sich eine Klade mit ausschließlich F. christophii-Akzessionen der Populationen IM0033-IM0049, die mit BW 68 bzw. BW 99 mäßig bis gut gestützt ist.

Gruppe VI wird mit einem Bootstrapwert von 70 gestützt und umfasst sieben Individuen von F. villosula der Populationen IM0124 und IM0139.

Gruppe V ist eine gemischte Gruppe aus allen drei Arten. F. micrantha Schütz11-05-06 bildet gemeinsam mit einer Gruppe aus NW09.035-1 sowie Individuen der Populationen NW09.030 und NW09.034 (BW 98) eine Schwestergruppe (BW 69) zu dem Großteil der Individuen der Population NW09.024, F. villosula, sowie der Akzession NW09.034-09 und NW09.030-03, beide F. christophii.

In Gruppe IV sind hauptsächlich Mitglieder der Populationen NW09.005, F. christophii und NW09.012 (F. villosula) vertreten. Zusätzlich befindet sich IM0046-2 in dieser Gruppe. Ohne die beiden Akzessionen von F. christophii (IM46-2 und NW09.005-08) hat die Gruppe eine Unterstützung von BW 99.

Gruppe III besteht aus zwei Untergruppen. Individuen der F. christophii-Populationen NW09.030 und NW09.034 bilden gemeinsam mit NW09.024-10 und NW09.024-09 eine Untergruppe (BW 71). Drei Individuen der Population NW09.012 (BW 99) stehen in Schwesterbeziehung mit Akzessionen von F. micrantha und bilden gemeinsam die zweite Untergruppe. Die Individuen Schütz11-03-01 bis -03, Schütz11-04-01 bis -03 und Schütz11- 05-01 bilden die Gruppe "micrantha II" (BW 87), die Bestandteil der zweiten Untergruppe der Gruppe III ist.

Gruppe II (BW 74) besteht hauptsächlich aus F. villosula-Akzessionen der Populationen NW09.035 sowie NW09.019-02 und NW09.034-04 (F. christophii).

Gruppe I beinhaltet F. villosula-Individuen der Populationen NW09.012, NW09.019, NW09.024 und NW09.035. Ohne F. villosula (NW09.024-3) hat diese Gruppe einen Bootstrapwert von 91.

94 Phylogeographie und Populationsgenetik von Fosterella Ergebnisse

Der Großteil der F. micrantha-Akzessionen befindet sich in der Gruppe "micrantha I", die mit einem BW von 54 nur schwach gestützt ist. An der Basis dieser Gruppe stehen die Individuen der Population Schütz11-12-3 und -9 (BW 91). Dann ist eine Aufteilung in zwei Gruppen zu beobachten. Die eine Gruppe enthält Akzessionen der Populationen Schütz11-04, Schütz11-05, Schütz11-06 und Schütz11-17. Sie ist mit BW 70 mäßig gestützt. Die Schwestergruppe (BW 63) enthält Akzessionen der Populationen Schütz11-04 und Schütz11- 05. Ohne Schütz11-05-10 haben die verbleibenden Mitglieder dieser Gruppe einen Bootstrapwert von 100.

Insgesamt sind die basalen Äste und Verzweigungen schlecht bis gar nicht gestützt. Bis auf micrantha I, Gruppe II und Gruppe VI sind auch die monophyletischen Gruppen nicht gestützt.

Da es auffällig ist, dass die Populationen IM und NW (sowie Schütz) getrennt voneinander im Baum stehen, wurden die Analysen mit geteilten Datensätzen wiederholt (ausschließlich IM, ohne IM). Im Ergebnis verändert sich die Topologie der NJ-Bäume kaum.

Natascha Wagner, Universität Kassel 95 Ergebnisse

53 F. micrantha Schuetz11-05-03 55 F. micrantha Schuetz11-05-05 85 F. micrantha Schuetz11-05-08 F. micrantha Schuetz11-05-09 100 F. micrantha Schuetz11-05-07 100 F. micrantha Schuetz11-05-04 63 F. micrantha Schuetz11-04-05 F. micrantha Schuetz11-04-06 F. micrantha Schuetz11-05-10 F. micrantha Schuetz11-04-09 57 57 F. micrantha Schuetz11-04-10 micrantha I F. micrantha Schuetz11-04-08 F. micrantha Schuetz11-05-02 F. micrantha Schuetz11-06-05 54 70 57 F. micrantha Schuetz11-06-06 F. micrantha Schuetz11-06-07 100 F. micrantha Schuetz11-17-06 F. micrantha Schuetz11-17-07 91 F. micrantha Schuetz11-12-03 F. micrantha Schuetz11-12-09 91 F. villosula NW09.12-10 99 53 F. villosula NW09.19-03 91 F. villosula NW09.12-09 F. villosula NW09.35-05 I F. villosula NW09.19-01 F. villosula NW09.24-03 F. villosula NW09.35-03 59 F. villosula NW09.35-09 52 F. villosula NW09.35-07 F. villosula NW09.35-04 78 F. christophii NW09.34-04 II 74 96 F. villosula NW09.35-02 F. villosula NW09.35-08 F. villosula NW09.19-02 82 F. micrantha Schuetz11-03-03 100 100 F. micrantha Schuetz11-04-01 87 F. micrantha Schuetz11-03-01 micrantha II F. micrantha Schuetz11-04-03 F. micrantha Schuetz11-05-01 91 F. villosula NW09.12-07 99 F. villosula NW09.12-08 F. villosula NW09.12-06 51 F. villosula NW09.24-09 64 F. christophii NW09.34-01 79 F. christophii NW09.30-02 III F. christophii NW09.34-02 F. christophii NW09.30-09 71 F. christophii NW09.34-03 F. christophii NW09.30-01 F. villosula NW09.24-10 69 F. christophii NW09.05-01 95 F. christophii NW09.05-03 99 F. villosula NW09.12-03 72 F. christophii NW09.05-02 96 F. villosula NW09.12-04 IV F. villosula NW09.12-05 F. christophii IM0046_2 F. christophii NW09.05-08 98 F. villosula NW09.24-01 82 F. christophii NW09.30-03 80 F. villosula NW09.24-06 86 F. villosula NW09.24-05 F. villosula NW09.24-04 F. villosula NW09.19-04 69 F. villosula NW09.24-02 F. christophii NW09.34-09 F. villosula NW09.24-08 V 99 F. villosula NW09.35-01 60 F. christophii NW09.30-06 91 F. christophii NW09.30-07 98 F. christophii NW09.30-08 57 F. christophii NW09.34-07 69 58 F. christophii NW09.34-08 F. christophii NW09.34-10 F. micrantha Schuetz11-05-06 72 F. villosula IM0126 99 F. villosula IM0139-1 94 F. villosula IM0140 98 F. villosula IM0139 VI 70 100 F. villosula IM0124-4 F. villosula IM0124-5a F. villosula IM0141 96 F. christophii IM0044 F. christophii IM0049 58 F. christophii IM0045 99 68 F. christophii IM0036 68 F. christophii IM0051 F. christophii IM0043-6 55 F. christophii IM0043-1 90 F. villosula IM0012-2 F. villosula IM0019-2 F. villosula IM0012-8 VII 95 F. christophii IM0054a F. villosula IM0012 100 F. villosula IM0027 F. villosula IM0028 F. christophii IM0053 F. villosula IM0019b F. christophii IM0043-2 F. villosula IM0019-4 F. christophii IM0046-3 88 F. villosula IM0032 F. villosula IM0124 74 F. christophii IM0043 F. christophii IM0046-1 F. villosula IM0124-1 F. christophii IM0033-4 F. villosula IM0019a F. christophii IM0033-2

3.0 Abb. 3.19 Neighbour Joining‐Analyse basierend auf AFLP‐Daten von sechs Primerkombinationen für 21 Populationen (109) Taxa der micrantha‐Gruppe. Erklärungen zu den Gruppen I‐VII im Text. Bootstrapwerte oberhalb der gestützten Äste.

96 Phylogeographie und Populationsgenetik von Fosterella Ergebnisse

3.3.2.3 NeighbourNet‐Analyse

Das Netzwerk der NeighbourNet-Analyse ist in Abb. 3.20 dargestellt. Die Individuen sind ihrer Artzugehörigkeit folgend farbkodiert.

Auch in diesem Netzwerk ist keine klare Aufspaltung nach den drei Arten F. christophii, F. villosula und F. christophii zu erkennen. Deutlich ist, dass sich F. micrantha in zwei Gruppen teilt. Der Großteil der F. micrantha-Proben ist deutlich von den anderen Arten abgegrenzt (gelb, micrantha-I). Eine kleinere micrantha-Gruppe (micrantha-II) steht mit Populationen von F. christophii (hellgrün) und F. villosula (dunkelgrün) zusammen, ist aber deutlich als eigene Gruppe zu erkennen. Die Individuen der beiden übrigen Arten verteilen sich über das gesamte Netzwerk und sind nur z. T. ihren Populationen zugeordnet. So finden sich in jeder Population Ausreißer bzw. sind viele Populationen mit ihren Akzessionen in zwei oder mehreren Gruppen vertreten. Die Gruppen der NJ-Analyse sind auch im Netzwerk wieder zu finden und erhielten deshalb die gleiche Beschriftung (I-VII). Es wurden neben micrantha I und micrantha II drei Großgruppen definiert. Gruppe I, II und VI bilden gemeinsam die Gruppe A, die ausschließlich F. villosula-Akzessionen enthält. Als Gruppe B werden die Gruppen III und VII (+(VII)) zusammengefasst. Und als Gruppe C die Gruppen IV und V.

3.3.2.4 Structure‐Analyse

In Abb. 3.21 werden die Ergebnisse der Structure-Analyse für K=11 dargestellt. Hier ergibt sich eine strukturierte Aufteilung, denn die Gruppen der NJ-Analyse und NeighbourNet- Analyse können zugeordnet werden: rot dargestellt ist die Gruppe micrantha Ia, micrantha Ib ist in braun dargestellt. Die Gruppe micrantha II ist in hellblau zu sehen. Ebenfalls geteilt sind die Gruppen V (Va orange, Vb pink) und VII, wobei ein Teil der Gruppe VII (VIIa) in gelb und der Rest (VIIb), gemeinsam mit den basalen, keiner Gruppe zugeordneten Proben in grün dargestellt ist. Ein Teil der Gruppe III ist in dunkelblau dargestellt. Der andere Teil von Gruppe III bildet gemeinsam mit der Gruppe II und Teilen der Gruppe I die petrolfarbene Gruppe. Die verbleibenden Proben der Gruppe I und Gruppe IV sind in dunkel dargestellt.

Natascha Wagner, Universität Kassel 97 Ergebnisse A

C C C

B BOLIVIEN

Abb. 3.20 NeighbourNet der micrantha‐Gruppe basierend auf sechs selektiven Primerkombinationen. Erklärungen zu den Gruppen I‐VII im Text. Karte mit den Aufsammlungspunkten der Populationen von F. christophii und F. villosula. Der Bezug der Netzwerkgruppen A, B und C mit der geographischen Verbreitung ist durch grüne Ovale gekennzeichnet.

98 Phylogeographie und Populationsgenetik von Fosterella Ergebnisse

micrantha Ia Gruppe (VII), Gruppe III basale Gruppe Gruppe VII a Gruppe V b

Gruppe micrantha Gruppe II, Gruppe Va II micrantha Ib Gruppe VI Gruppe III (Gruppe I)

Gruppe I, K=11 Gruppe IV

Abb. 3.21 Ergebnisse der Structure‐Analyse, Blot für K=11 genetische Cluster, die Beschriftung der Gruppen entspricht der NJ‐ bzw. NeighbourNet‐Analyse. Ebenfalls dargestellt ist die Übersicht nach Q (bayesian admixture proportions) geordnet. Weitere Informationen im Text.

Eine klare Trennung der drei Arten kann nicht beobachtet werden. Für K = 11 sind die F. micrantha-Proben abgegrenzt, allerdings nicht als eine gemeinsame, zusammenhängende Gruppe. Für F. villosula und F. christophii kann wie in den vorherigen Analysen keine Abgrenzung beobachtet werden.

3.3.2.5 PCo‐Analyse

Die PCo-Analyse der micrantha-Gruppe zeigt im Wesentlichen die gleichen Ergebnisse wie die anderen Analysen (Abb. 3.22). Die drei Arten sind nicht eindeutig voneinander getrennt. Während die Akzessionen von F. micrantha größtenteils zusammen gruppieren, lassen sich die Akzessionen und Populationen von F. villosula und F. christophii nicht in distinkte Gruppen teilen.

Natascha Wagner, Universität Kassel 99 Ergebnisse

0.25

0.13

0.00 Dim-2

-0.12

F. christophii F. micrantha F. villosula -0.24 -0.25 -0.10 0.04 0.19 0.33 Dim-1

0.31

0.19

Dim-3 0.06 F. christophii F. micrantha F. villosula -0.06-0.06 0.25 0.13 Dim-2

-0.12 -0.24-0.24 -0.25-0.25 -0.10 0.04 Dim-1 0.19 0.33

Abb. 3.22 PCo‐Analyse der micrantha‐Gruppe in 2D (oben) und 3D (unten) basierend auf den AFLP‐Daten von sechs selektiven Primerkombinationen. F. christophii (hellgrün), F. micrantha (gelb) und F. villosula (dunkelgrün). F. micrantha ist etwas separiert von den anderen beiden Arten, die sich nicht in zwei distinkte Gruppen aufteilen.

100 Phylogeographie und Populationsgenetik von Fosterella Ergebnisse

3.3.2.6 Biogeographie

Obwohl die beiden Arten F. villosula und F. christophii nicht eindeutig getrennt voneinander sind, lässt sich doch ein Muster erkennen. Setzt man das Netzwerk mit der Geographie der Fundpunkte (Abb. 3.23) in Beziehung, erhält man eine deutliche Nord-Südverteilung der Gruppen unabhängig von der Artzugehörigkeit. Gruppe A enthält die Gruppen I, II und VI. Das umfasst Population von F. villosula, die in den Yungas von La Paz und Santa Cruz gesammelt wurden. Gruppe B beinhaltet die Gruppen III und IV und damit größtenteils Populationsproben aus dem Bereich des Andenknicks in der Nähe von Santa Cruz. Gruppe C enthält die Gruppen IV und V, und damit die nördlichsten untersuchten Populationen aus dem Departamento La Paz.

Mexico

Schütz 3+4

Schütz 5+6 Schütz 17 Schütz 12

NW09.034 NW09.024

F. micrantha NW09.035 NW09.030 NW09.019, IM124 F. villosula NW09.012

F. christophii IM139

IM019, IM022 NW09.005, IM33, IM43, IM46, IM49, IM012 IM52 Bolivien

Abb. 3.23 Aufsammlungsorte der Populationsproben der micrantha‐Gruppe in Mexico und Bolivien

Natascha Wagner, Universität Kassel 101

102 Phylogeographie und Populationsgenetik in Fosterella Diskussion

4 Diskussion

4.1 Verwendete Marker

4.1.1 Plastidäre Marker rpl32‐trnL und rps16‐trnK

Insgesamt wurden zwölf Chloroplasten-DNA-Abschnitte auf ihre Amplifizierbarkeit in Fosterella und nahe verwandten Gattungen getestet. Zwei Marker konnten auch nach der Optimierungsphase nicht für Fosterella amplifiziert werden, sechs Marker zeigten ein multiples Bandenmuster und vier Marker zeigten eine einzelne distinkte Bande auf Agarose. Nach den Vortests wurden die beiden Chloroplastenmarker rpl32-trnL und rps16-trnK für die vergleichende Sequenzierung ausgewählt. Die PCR-Fragmente waren jeweils ca. 900 bp lang, ließen sich gut amplifizieren, erzeugten lesbare Sequenzen und zeigten eine relativ hohe Sequenzvariabilität.

4.1.1.1 rpl32‐trnL

Der Marker rpl32-trnL zeigte in der Studie den größten Wert an parsimonie-informativen Positionen. Der Marker zeigte 14,8 % variable Positionen insgesamt (gesamtes Testset), davon waren 9,2 % informativ. Damit ist rpl32-trnL in der vorliegenden Arbeit der mit Abstand informativste Locus und bestätigt den Fund von Shaw et al. (2007), die ihn als einen der informativsten Marker des Chloroplastengenoms bezeichnen. Mit einer durchschnittlichen Länge von 871 bp liegt er im Bereich der Fragmentgrößen anderer Pflanzengruppen (543- 1.417 bp; Shaw et al. 2007). Innerhalb der Gattung Aegilops (Poaceae) zeigte rpl32-trnL 5,1 % variable Positionen (Meimberg et al. 2009). Innerhalb Deuterocohnia, der Schwestergattung zu Fosterella, zeigte rpl32-trnL nur 4 % Variabilität, davon waren 2,6 % informativ (Schütz 2011). In dem gesamten Testset über die Pitcairnioideae s. str. zeigte sich eine Variabilität von 9,8 %. Schütz (2011) berichtet in ihrer Arbeit außerdem von zwei Inversionen, von denen eine auch bei Fosterella gefunden wurde. Für Dyckia hingegen zeigt dieser Locus eine geringe Variabilität von nur 1,8 % (Krapp 2009). In Falchi et al. (2009) wurde rpl32-trnL sogar für Phylogeographie und Populationsuntersuchungen der kretischen Zistrose (Cistus creticus) verwendet und zeigte innerhalb der Art 2,2 % variable Positionen.

Natascha Wagner, Universität Kassel 103 Diskussion

4.1.1.2 rps16‐trnK rps16-trnK war in der vorliegenden Studie durchschnittlich 709 bp lang und liegt genau im Rahmen der durchschnittlichen Länge, die von Shaw et al. (2007) für ein großes Testset ermittelt wurde (786 bp (529-1.008 bp)). Der Marker zeigte 10,9 % Variabilität (7,1 % informativ). Damit war der intergenische Spacer der zweitvariabelste Marker der vorliegenden Arbeit. Innerhalb von Deuterocohnia zeigte der Marker 5,5 % variable Positionen, davon 4,4 % informativ (Schütz 2011). Interessanterweise ist damit rps16-trnK in der Schwestergattung zu Fosterella informativer als rpl32-trnL. Schütz (2011) beschreibt ihn als den variabelsten getesteten Marker mit einer Variabilität von 11,2 % innerhalb der Pitcairnioideae s.str. Dieser Wert entspricht etwa dem Wert der vorliegenden Studie. Der Marker rps16-trnK wurde weiterhin für Untersuchungen zwischen verschiedenen Gräsergattungen verwendet. Grünstäudl et al. (2009) untersuchte die Barnadesioideae (Poaceae) und beobachtete eine Variation von 6,4 %. Das ist erheblich weniger als in der vorliegenden Studie. Untersuchungen in Solanaceae (Gattung Nolana) zeigte eine Variabilität von nur 4,9 % (Tu et al. 2008).

Obwohl das Level der Sequenzvariabilität innerhalb der Bromelien generell niedrig ist (Terry et al. 1997, Smith & Donoghue 2008) und plastidäre Marker in vielen Arbeiten mit Bromelien keine oder nur eine unzureichende Auflösung zeigten (u. a.Givnish et al. 2007, Horres et al. 2000, Crayn et al. 2004, Versieux et al. 2012), zeigen die beiden ausgewählten Marker für Fosterella eine zufriedenstellende Menge an parsimonie-informativen Merkmalen. Kombiniert mit den bereits etablierten vier plastidären Markern konnte auch auf intragenerischem Level eine sehr gute Auflösung erreicht werden. Kombinierte Chloroplastenanalysen wurden auch bereits innerhalb der Tillandsioideae (Barfuss et al. 2005a) und Bromelioideae (Schulte & Zizka 2008) erfolgreich eingesetzt. Ein Grund für die verhältnismäßig hohe genetische Diversität in Fosterella könnte sein, dass diese Gattung im Vergleich zu anderen verwandten Gattungen relativ alt ist und keine schnelle Radiation durchlaufen hat, wie beispielsweise Dyckia.

Verbesserte Phylogenie von Fosterella

Ein Ziel der Arbeit war die Verbesserung der Phylogenie von Fosterella als Grundlage für weitere Analysen. Für jede zu untersuchende Pflanzengruppe müssen verschiedene plastidäre

104 Phylogeographie und Populationsgenetik in Fosterella Diskussion

Marker getestet und optimiert werden, da die Länge, die Menge an Variabilität und an informativen Positionen durchaus stark variieren kann, auch innerhalb nahe verwandter Gruppen (Small et al. 1998, Sang et al. 2002, Shaw et al. 2005, Mort et al. 2007). Die Kombination mehrerer plastidärer Marker ist zusätzlich sinnvoll, um eine ausreichende Menge informativer Merkmale zu erhalten. Allerdings scheint irgendwann eine Sättigung einzutreten. So zeigt sich im Vergleich der 4-Locus-Phylogenie von Fosterella (Rex et al. 2009) mit der 6-Locus-Phylogenie der vorliegenden Arbeit kaum weitere Auflösung innerhalb der Gruppen. Die Erweiterung des Probensets um weitere Akzessionen ist gegenüber der Nutzung weiterer (informativer) Sequenzen eine weitere Möglichkeit zur Verbesserung einer Phylogenie (Hughes et al. 2006). In dieser Arbeit konnten im Vergleich zu Rex et al. (2009) zwei zusätzliche Arten (F. hatschbachii, F. petiolata) und 16 zusätzliche Akzessionen getestet werden. Trotz dieses erweiterten Probensets führten die Analysen nicht zwangsläufig zu einer besseren Auflösung. So sind beispielsweise zuvor getrennte Gruppen (albicans- und rusbyi- Gruppe) nicht mehr deutlich voneinander distinkt. Oder es zeigen sich Para- und Polyphylien einzelner Arten (u. a. F. albicans). Durch die zusätzlichen Dateninformationen (mehr Marker und mehr Akzessionen) werden Widersprüche im Datenset deutlich, die bei geringerer Proben- und Markerzahl nicht berücksichtigt wurden bzw. nicht vorhanden waren. Trotz alledem ist die resultierende Phylogenie der 6-Locus-Analyse eine stabile Basis für weitergehende Untersuchungen.

4.1.2 Nukleäre Marker NIA und PHYC

Zusätzlich zu den plastidären Markern sollten auch ein oder mehrere nukleäre Marker etabliert werden. Nukleäre, low-copy oder single-copy Gene haben im Gegensatz zu Chloroplastenmarkern den Vorteil der nichtkonzertierten Evolution, höherer Variabilität und biparentaler Vererbung (Small et al. 2004). Außerdem können durch den Vergleich von nukleärer und plastidärer DNA Introgressionsereignisse wie Hybridisierung und Allopolyploidieereignisse nachvollzogen und ein umfassenderer Blick auf die Evolution einer Gruppe geworfen werden (Strand et al. 1997, Small et al. 2004, Mort & Crawford 2004). Trotzdem sind nukleäre Gene in phylogenetischen Studien immer noch unterrepräsentiert. Die Schwierigkeiten, passende Genbereiche zu finden und orthologe Bereiche zu sequenzieren sind vielfältig (Mort & Crawford 2004, Schlüter et al. 2005, Hughes et al. 2006). In den letzten Jahren wurden bereits erste Arbeiten mit nukleären Markern innerhalb der Bromeliaceae auf unterschiedlichen taxonomischen Ebenen veröffentlicht (Schulte et al. 2009

Natascha Wagner, Universität Kassel 105 Diskussion

(PRK, Bromelioideae), Jabaily & Sytsma 2010 (PHYC, Puya), Sass & Specht 2010 (RPB2, Bromelioideae, Aechmea), Chew et al. 2010 (rDNA/ITS, Tillandsia), Versieux et al. 2012 (Floricaula/Leafy, Alcantarea)). In der vorliegenden Arbeit wurden elf nukleäre single-copy Marker getestet. Vier Marker zeigten auch nach Optimierungsversuchen keine oder nur schwache Banden, fünf Marker zeigten ein multiples Bandenmuster und zwei zeigten eine distinkte Einzelbande. Nach den Vortests wurden die nukleären Marker NIA und PHYC für weitere Untersuchungen an Fosterella ausgewählt und verwendet (vgl. 3.2.1).

4.1.2.1 NIA

Das dritte Intron des Nitratreduktasegens NIA wurde bereits für verschiedene Studien verwendet. Bei Howarth & Baum (2002), die die Primer für das dritte Intron entwickelten und in Scaevola (Goodeniaceae) testeten, zeigte das Zielfragment eine Größe von 1,2-1,5 kb. Nach der Sequenzierung zeigten sich innerhalb Scaevola nur 2,6 % informative Merkmale. In der Gattung Pistacia (Anacardiaceae, Yi et al. 2008) zeigte der Marker 26 % informative Merkmale. Das ist zehnmal mehr. Bei einer Untersuchung in polyploiden Kartoffeln (Solanum Sect. Petota, Rodríguez & Spooner 2009) zeigte das dritte Intron von NIA eine Größe von 1.520 Merkmalen, davon waren 355 Positionen variabel und 151 (9,9 %) parsimonie-informativ. Die Variabilität scheint offensichtlich stark von der untersuchten Pflanzengruppe abzuhängen. In Fosterella zeigen sich für NIA-i3 eine Variabilität von 9,8 % für NIA-a und 14,8 % für NIA-b. Diese Werte liegen im Bereich der erwähnten Arbeiten.

Genfamilien und nichtfunktionale Kopien

In Fosterella wurden nach der Amplifikation von NIA zwei oder mehr Fragmente detektiert. Interessanterweise wurden auch in den eben erwähnten Studien mehrere Teile von NIA amplifiziert. So beschreiben Howarth & Baum (2002) ein etwa 300 bp langes, zusätzliches Amplifikat. Sie vermuten, dabei handele es sich um eine nichtfunktionale Kopie des Gens. Die geringe Größe von NIA-b und NIA-c mit ca. 500 bp bzw. 350 bp langen Amplifikaten spricht für die Theorie einer nichtfunktionalen Kopie. Ebenso die hohe Variabilität und das schwere Alignieren dieser Sequenzen. Die Primerbindestellen sind konservierte Bereiche, so dass diese Kopien zusätzlich zu dem Zielfragment mit den gleichen Primern amplifiziert werden. NIA-a mit etwa 900-1.000 bp ist vermutlich das eigentliche Zielfragment und damit immer noch kleiner als in den erwähnten Studien (1,2-1,5 kb). Leider konnte von diesem

106 Phylogeographie und Populationsgenetik in Fosterella Diskussion

Bereich nur ein kleiner Teil sequenziert werden. Daraus resultiert auch die geringe Länge des Alignments.

Eine höhere Anzahl an Fragmenten und damit sichtbaren Allelen kann auch auf Polyploidie hinweisen. Rodríguez & Spooner (2009) weisen darauf hin, dass alle polyploiden Taxa ihrer Studie mehr als eine Bande aufwiesen. Allerdings ist in diesem Fall die unterschiedliche Größe der Fragmente in der vorliegenden Arbeit ungewöhnlich. Da es auch Proben mit vier oder fünf Banden auf Agarose gab, handelt es sich bei den Amplifikationsprodukten vermutlich um eine Mischung verschiedener funktionaler und nichtfunktionaler Kopien.

Eine weitere Möglichkeit ist, dass NIA in Fosterella kein single-copy Gen ist, sondern in mehreren Kopien vorliegt. Genduplikationen finden häufig im Kerngenom statt. Diese Kopien, oft in Genfamilien angeordnet, könnten unabhängig voneinander evolvieren und z. B. durch Deletionen unterschiedliche Größen erlangen. Dieses Phänomen ist eine der Schwachstellen der Arbeit mit Kernsequenzen (Small et al. 2004). Für manche Pflanzen wurde bereits gezeigt, dass NIA nicht als single-copy, sondern in mindestens zwei Kopien vorliegt, so z. B. in den Poaceen (Levin et al. 2009). Die Existenz von mehreren amplifizierten Fragmenten in Fosterella könnte weniger die Größenunterschiede, dafür aber die schlechte Lesbarkeit vieler Proben erklären. Da die Proben nicht kloniert wurden, könnten mehrere verschiedene, übereinander gelagerte Kopien sequenziert worden sein, was die Auswertung durch viele heterozygote Positionen erschwert oder gar unmöglich macht. Für eine ausgedehnte Nutzung dieses hochvariablen Markers ist eine ausführliche Klonierung, um alle Mitglieder der Genfamilie detektieren zu können, notwendig.

4.1.2.2 PHYC

Das erste Intron von Phytochrom C fand bereits in mehreren Bromelienstudien Verwendung. In Fosterella zeigte es bei einer durchschnittlichen Länge von etwa 1.100 bp 6,8 % informative Positionen (über das gesamte Probenset sind es 12,8 %). Bei Jabaily & Sytsma (2010), die an Puya arbeiteten, gab es in dem untersuchten Datensatz 9,3 % informative Merkmale, davon 5,6 % innerhalb der Gattung Puya. In Deuterocohnia, der Schwestergattung zu Fosterella, zeigte sich eine viel geringere Variabilität von nur 2,7 %. Vergleichbare Werte zeigen sich auch für Opuntia (Cactaceae, Helsen et al. 2009) mit einer Variabilität von 1,4 %.

Natascha Wagner, Universität Kassel 107 Diskussion

Interessanterweise zeigte PHYC innerhalb basaler Kakteen in der Gattung Pereskia und

Außengruppen 18,6 % informative Merkmale (Edwards et al. 2005).

Trotz der vergleichsweise hohen Variabilität innerhalb Fosterellas ist die Auflösung der resultierenden Phylogenie nicht besonders hoch. Ursache könnten die vielen heterozygoten Positionen im Alignment sein. Um für PHYC alle Kopien des Introns zu finden, müssten die Proben kloniert und die einzelnen Klone jeweils sequenziert werden. Da die Lesbarkeit der Sequenzen nur an einzelnen Stellen beeinträchtigt ist und an diesen Basenpositionen oft zwei übereinanderliegende Peaks zu sehen sind, kann eher von verschiedenen, heterozygoten Allelen als von paralogen Sequenzen ausgegangen werden. Interessanterweise wurden im Gegensatz zu den Pitcairnioideae, in deren Gattungen Dyckia, Deuterocohnia und Fosterella heterozygote Positionen häufig anzutreffen sind (Krapp pers. Mitteilung, Schütz 2011), innerhalb der Bromelioideae solche Positionen nicht oder nur selten gefunden (Silvestro pers. Mitteilung). Die große Anzahl heterozygoter Positionen könnte ein Hinweis auf Auskreuzungen, ggf. Hybridisierungen sein (Zanella et al. 2011). Bei alleiniger Vermehrung durch Klonierung bzw. Selbsten (inbreeding) würde man eine Reduktion der heterozygoten Allele erwarten und gleichzeitig eine Steigerung der Homozygotie.

Vergleich mit anderen Kernmarkern

In den in dieser Arbeit berechneten Phylogenien stimmen die Chloroplasten-Daten und Kerndaten nur bedingt überein. Auch in den untersuchten Kern-Phylogenien basierend auf NIA und PHYC existieren Widersprüche. Die verschiedenen Kernloci sind also unabhängig voneinander zu betrachten (Mort & Crawford 2004). Außerdem ist ein Genbaum nicht zwangsläufig der Artenbaum ("gene tree vs. species tree", Doyle 1992). Es ist daher interessant verschiedene Kernbereiche miteinander zu vergleichen, um ein vollständigeres Bild der Evolution einer taxonomischen Gruppe zu erhalten. So zeigten schon Sass & Specht (2010) für Aechmea, dass ein Kerngen allein nicht ausreicht, um eine gute Auflösung zu erhalten, mehrere kombinierte Kernbereiche hingegen schon. Aufgrund der wenigen zur Verfügung stehenden Sequenzen für NIA und der Schwierigkeiten bei der Amplifikation und Sequenzierung wurden in der vorliegenden Arbeit die beiden Marker nicht kombiniert. Es ist aber für kommende Analysen eine wertvolle Möglichkeit, weitere Kernmarker zu etablieren und durch Kombination dieser weitere Informationen über die Gattung zu finden.

108 Phylogeographie und Populationsgenetik in Fosterella Diskussion

4.2 AFLP‐Methode

4.2.1 Methodische Schwächen der AFLP‐Methode

AFLPs unterliegen einiger methodischer Schwächen, die im Folgenden anhand der vorliegenden Daten erläutert werden sollen. Die Ergebnisse der AFLP-Analysen haben zwei Auffälligkeiten. Zum einen bilden die IM-Proben und die übrigen Proben jeweils eigene Kladen, zum anderen gruppieren Individuen der gleichen Populationen nicht zwangsläufig zusammen. Die Gründe dafür können zunächst im ungleichmäßigen Trocknen des Blattmaterials liegen, was wiederum Auswirkungen auf die DNA-Qualität hat. Außerdem wurden die IM-Proben in einem anderen Labor und von einer anderen Person isoliert. Die Abhängigkeit der Reproduzierbarkeit von AFLPs von der DNA-Qualität wurde oft und ausführlich beschrieben. Die methodisch bedingten Fehlerraten von AFLPs lagen jedoch bei vielen Untersuchungen unter einem Prozent (Myburg et al. 2001, Bussell et al. 2005, Cervera et al. 2005). Für Fosterella wurden im Rahmen der Arbeit von Rex (2007) ausführliche Reproduzierbarkeitstests durchgeführt und ergaben eine 96 %-ige Übereinstimmung der AFLP-Muster. Da diese Experimente auf einem Plattensequenzierer durchgeführt wurden, in der vorliegenden Arbeit aber ein Kapillarsequenzierer benutzt wurde, wurden im Vorfeld zu den Analysen in unserem Kooperationslabor in Frankfurt Tests zur Reproduzierbarkeit von AFLPs auf Kapillarsequenzierern durchgeführt. Die Ergebnisse bestätigten die gute Reproduzierbarkeit. Durch standardisierte DNA-Isolationsverfahren aller verwendeten DNAs sowie ebenfalls standardisierte Methoden und Reagenzien im weiteren Verlauf der AFLP- Analysen wurde versucht, eine möglichst gleichbleibende Methodik anzuwenden. Gerade der vollständige Verdau der hochmolekularen DNA ist für den weiteren Verlauf der AFLPs essentiell (Weising et al. 2005). Trotzdem ist es nicht auszuschließen, dass die unterschiedlichen Zeiträume der Bearbeitung der Proben und die Bearbeitung in verschiedenen Labors Einfluss auf die Ergebnisse der AFLPs gehabt haben könnten.

Die AFLP-Methode ist eine anonyme Multilokus-Methode. Es wird in der Regel davon ausgegangen, dass Fragmente der gleichen Größe auch homolog sind. Es ist aber auch möglich, dass diese Fragmente zufällig die gleiche Größe haben, sich aber nicht die gleiche Sequenz dahinter verbirgt. Um dieses Homoplasierisiko gering zu halten, sollten nur Artengruppen mit AFLPs untersucht werden, die nah miteinander verwandt sind. AFLPs wurden bereits erfolgreich auf Gattungsniveau für Fosterella eingesetzt (Rex et al. 2007). Da

Natascha Wagner, Universität Kassel 109 Diskussion in der vorliegenden Arbeit nur intragenerische Gruppen von Fosterella mit AFLPs untersucht wurden, ist die Wahrscheinlichkeit, dass Merkmale gleicher Größe auch homolog sind, relativ hoch.

Weiterhin wurde die Auswertung der AFLP-Daten computergestützt vorgenommen. Auch die manuelle Auswertmethodik wurde standardisiert (vgl. 2.5.7). So wurden die Peaks nur in einer Spanne von 100 bp bis 600 bp Größe und nur ab einer gewissen Intensität detektiert. Anschließend wurde ein Normalisierungsprozess durchgeführt. Dadurch wurde größtmögliche Objektivität bei der Auswertung der Daten sichergestellt.

4.2.2 Variabilität der AFLP‐Daten

In der vorliegenden Arbeit wurden in den finalen Analysen sechs selektive Primerpaare für die penduliflora- und die micrantha-Gruppe analysiert (vgl. Tabelle 2.13). Die Primer wurden durch Vortests an der F. albicans-Gruppe und anderen Bromelien ausgewählt (Michalak, pers. Mitteilung). Die verwendeten Primer zeigten nach der manuellen Bearbeitung in der penduliflora-Gruppe insgesamt 948 Allele, in der micrantha-Gruppe 1.524 Allele. In einer Analyse von Meudt et al. (2009) wurden 139 Individuen aus 13 Ourisia-Arten der südlichen Hemisphäre untersucht, mit Schwerpunkt auf neuseeländischen Akzessionen. Für vier selektive Primerkombinationen wurden 2.555 Allele gewertet. Innerhalb von 23 Oryza-Arten (77 Akzessionen) zeigten fünf selektive Primerpaare hingegen nur 1.191 polymorphe Marker (Aggarwal et al. 1999). In der Gattung Rosa wurden 92 Akzessionen von 46 Arten mit sieben selektiven Primerkombinationen untersucht. Diese ergaben 520 polymorphe Banden (Koopman et al. 2008). Je nach untersuchter Gattung und verwendeten Primern variiert die Menge an polymorphen Allelen offensichtlich stark.

Für Bromeliaceen wurden AFLPs ebenfalls bereits erfolgreich getestet. Innerhalb der chilenischen Puyas wurden acht Primerkombinationen für 111 Taxa aus neun Puya-Arten, getestet und ergaben 984 Merkmale (Schulte et al. 2010). Mit den Daten konnten drei Linien innerhalb der chilenischen Puyas sowie einige Hybride aufgedeckt werden. In einer Arbeit über Kultivare und Hybride von Aechmea wurden 8 Primerpaare verwendet und ergaben 1.498 Fragmente, 98 % davon waren polymorph (Zhang et al. 2012). Für eine gattungsweite Analyse von Fosterella (77 Akzessionen) wurden ebenfalls acht selektive Primerpaare

110 Phylogeographie und Populationsgenetik in Fosterella Diskussion verwendet (Rex et al. 2007) und auf einem Plattensequenzierer aufgetragen. Diese ergaben 310 Banden, von denen 95 % variabel waren.

Obwohl die gleichen sechs selektiven Primerkombinationen für beide Fosterella-Gruppen verwendet wurden, ist die Zahl der Allele in der micrantha-Gruppe deutlich höher. Dies kann an der höheren Anzahl an Proben liegen. Außerdem wurden in der micrantha-Gruppe drei Arten untersucht. Insgesamt liegen die Ergebnisse im Rahmen anderer AFLP-Analysen zwischen nah verwandten Arten (s. o.).

Für die micrantha-Gruppe ist in Abb. 4.1 eine Gegenüberstellung der NJ-Phylogenien basierend auf drei bzw. sechs selektiven Primerpaaren abgebildet. Die Topologien sind vergleichbar, wenn auch die Gruppen teilweise in unterschiedlicher Stellung zueinander stehen. Die Menge von sechs selektiven Primerpaaren scheint daher genügend Informationen zu bieten, um die Verhältnisse der untersuchten Populationen widerzuspiegeln. Ein Vergleich der 6- mit der 18-Primer-Analyse der AFLP-Daten der penduliflora-Gruppe zeigt keine weitere nennenswerte Verbesserung der Topologie (Anhang 15).

Natascha Wagner, Universität Kassel 111 Diskussion

FOSmicrSchuetz11_05_03 FOSmicrSchuetz11_05_05 FOSmicrSchuetz11_05_08 FOSmicrSchuetz11_05_09 FOSmicrSchuetz11_04_05 FOSmicrSchuetz11_05_04 FOSmicrSchuetz11_05_07 FOSmicrSchuetz11_04_06 FOSmicr_NiSch11_20_05 6 selektive FOSmicrSchuetz11_20_06 3 selektive FOSmicrSchuetz11_19_05 FOSmicrSchuetz11_19_07 FOSmicrSchuetz11_19_08 Primerpaare FOSmicr_NiSch11_17_04 Primerpaare FOSmicr_NiSch11_13_09 FOSmicrSchuetz11_15_08 FOSmicrSchuetz11_14_03 micrantha I FOSmicrSchuetz11_06_10 FOSmicrSchuetz11_12_01 FOSmicr_NiSch11_13_06 FOSmicrSchuetz11_13_04 FOSmicr_NiSch11_13_08 FOSmicrSchuetz11_12_03 FOSmicrSchuetz11_06_04 FOSmicrSchuetz11_06_05 FOSmicrSchuetz11_06_06 FOSmicrSchuetz11_12_05 IFOSmicrSchuetz11_06_07 FOSmicrSchuetz11_04_09 FOSmicrSchuetz11_04_10 FOSmicrSchuetz11_05_02 FOSmicrSchuetz11_04_08 FOSmicrSchuetz11_17_06 FOSmicrSchuetz11_17_07 FOSmicrSchuetz11_17_10 FOSmicrSchuetz11_17_08 FOSmicrSchuetz11_12_09 FOSmicr_NiSch11_19_04 FOSmicrSchuetz11_15_06 FOSmicrSchuetz11_13_01 FOSvilloNW09_35_02 FOSvilloNW09_35_08 I FOSvilloNW09_35_05 FOSvilloNW09_24_03 FOSvilloNW09_12_10 FOSvilloNW09_19_03 FOSvilloNW09_12_09 FOSvilloNW09_19_01 FOSchristoNW09_35_03 FOSchristoNW09_35_09 FOSmicrSchuetz11_04_04 II FOSvilloNW09_35_07 FOSchristoNW09_34_04 FOSvilloNW09_35_04 FOSvilloNW09_19_02 FOSvilloNW09_30_01 FOSmicr_NiSch11_20_09 FOSvilloNW09_24_09 FOSvilloNW09_34_01 FOSvilloNW09_30_02 micrantha II FOSvilloNW09_34_02 FOSmicr_NiSch11_20_08 FOSvilloNW09_30_09 FOSvilloNW09_24_10 FOSchristoNW09_05_8 FOSvilloNW09_34_03 FOSvilloNW09_34_09 FOSvilloNW09_24_06 III FOSvilloNW09_30_03 FOSvilloNW09_24_01 FOSvilloNW09_24_04 FOSvilloNW09_24_05 FOSvilloNW09_19_04 FOSvilloNW09_24_02 FOSchristoNW09_35_01 FOSvilloNW09_30_06 FOSvilloNW09_30_07 FOSvilloNW09_30_08 V FOSvilloNW09_34_08 FOSvilloNW09_34_10 FOSvilloNW09_34_07 FOSmicrSchuetz11_05_06 FOSvilloNW09_24_08 FOSchristo_IM0051 FOSvillo_IM0020 FOSchristo_IM0036 FOSchristo_IM0043_3 FOSvillo_IM0019b FOSvillo_IM0014 FOSchristo_IM0044 IV FOSchristo_IM0049 FOSchristo_IM0043_6 FOSchristo_IM0045 FOSvillo_IM0012_5b FOSvillo_IM0019_2 FOSvillo_IM0012_2 FOSvillo_IM0021b FOSvillo_IM0012_8 FOSchristo_IM0043_1 VII FOSchristo_IM0053 FOSchristo_IM0054a FOSvillo_IM0012 FOSchristo_IM0043 FOSchristo_IM0043_2 FOSvillo_IM0019_4 FOSchristoNW09_05_1 FOSchristoNW09_05_3 FOSvilloNW09_12_03 FOSchristoNW09_05_2 V FOSvilloNW09_12_05 IV FOSvilloNW09_12_04 FOSvillo_IM0027 FOSvillo_IM0030 FOSvillo_IM0028 FOSvillo_IM0029 FOSchristoNW09_06_1 FOSvillo_IM0142 FOSvillo_IM0143 FOSvillo_IM0143a FOSvillo_IM0124 FOSvillo_IM0032 FOSmicrSchuetz11_03_03 FOSmicrSchuetz11_04_01 FOSmicrSchuetz11_04_07 FOSchristoNW09_35_10 FOSmicrSchuetz11_03_01 FOSmicrSchuetz11_06_01 FOSmicrSchuetz11_06_03 micrantha II FOSmicrSchuetz11_04_03 FOSmicrSchuetz11_05_01 FOSvilloNW09_12_06 FOSvilloNW09_24_07 FOSvilloNW09_12_07 FOSvilloNW09_12_08 FOSvilloNW09_30_05 FOSchristoNW09_06_01 FOSmicraNSch11_13_1 FOSmicraNSch11_06_9 FOSmicrSchuetz11_05_10 FOSmicrSchuetz11_15_03 VI FOSvillo_IM0126 FOSvillo_IM0127 FOSvillo_IM0139_1 FOSvillo_IM0139_5 FOSvillo_IM0140 FOSvillo_IM0124_4 FOSvillo_IM0124_5a FOSvillo_IM0141 FOSvillo_IM0139 VII FOSchristo_IM0034 FOSchristo_IM0046_2 FOSvillo_IM0026 FOSvill_IM0144 FOSvill_IM0145 FOSvill_IM0143_3 FOSvillo_IM0019_6 FOSchristo_IM0043_4 FOSchristo_IM0047 FOSchristo_IM0048 FOSvillo_IM0012_6 FOSchristo_IM0046_3 FOSchristo_IM0033_5 FOSvillo_IM0024 FOSvillo_IM0013 FOSvillo_IM0019_5 FOSchristo_IM0046_5 FOSvillo_IM0012_5a FOSchristo_IM0033_3 FOSmicrSchuetz11_12_06 FOSmicrSchuetz11_17_09 FOSmicrSchuetz11_20_04 FOSvilloNW09_34_05 FOSvillo_IM0023 FOSvillo_IM0019_1 FOSvillo_IM0022 FOSvillo_IM0012_4 FOSvillo_IM0021a FOSvillo_IM0124_3 FOSchristo_IM0046_1 FOSvillo_IM0124_1 FOSchristo_IM0033_4 FOSvillo_IM0019a FOSchristo_IM0033_2

Abb. 4.1 Gegenüberstellung der Neighbour Joining‐Phylogenien basierend auf drei selektiven Primerpaaren (links) und sechs selektiven Primerpaaren (rechts). Die Gruppen der sechs‐Primer‐Phylogenie sind größtenteils wiederzufinden (I‐VII), stehen aber teilweise in unterschiedlicher Position zueinander. Vgl. mit Abb. 3.19. Farblich markiert sind die F. micrantha‐Proben

112 Phylogeographie und Populationsgenetik in Fosterella Diskussion

4.3 Fosterella

Die Sequenzdaten der sechs Chloroplastenmarker atpB-rbcL, psbB-psbB, matK, rpl32-trnL, rps16-trnK und rps16-Intron wurden kombiniert und mehreren phylogenetischen Analysen unterzogen. Es wurden 90 Fosterella Akzessionen von 24 Arten untersucht. Mit der resultierenden Phylogenie wurde ein ultrametrischer Baum berechnet und eine Biom-Analyse durchgeführt. Für PHYC wurden 24 Fosterella-Arten (93 Akzessionen) analysiert.

4.3.1 Monophylie der Gattung

Die Monophylie der Gattung Fosterella sowie ihre Schwesterbeziehung zu Dyckia, Encholirium und Deuterocohnia wurde sowohl durch die plastidären Marker als auch die nukleären Marker in allen Analysen gut gestützt und bestätigt. In Phylogenien weiterer nukleärer Marker ist Fosterella ebenfalls monophyletisch (Klein 2012). In den plastidären Phylogenien steht Fosterella in Schwesterbeziehung zur Dyckia-Klade (vgl. Rex et al. 2009, Givnish et al. 2011). In der Phylogenie basierend auf PHYC steht Fosterella in direkter Schwesterbeziehung zu Deuterocohnia. Basierend auf Sequenzen des nukleären Markers G3PDH steht Fosterella ebenfalls in Schwesterbeziehung zu Deuterocohnia. Deuterocohnia zeigt im Gegensatz zur Kernanalyse in der plastidären Analyse keine Monophylie. Dies wurde bereits in anderen Arbeiten gezeigt (Horres 2000, Crayn et al. 2004, Wagner 2007, Schütz 2011, Klein 2012). In Analysen von RPB2 und PRK steht Fosterella mit Pitcairnia in Schwesterbeziehung (Klein 2012). Die Stellungen der Gattungen innerhalb der Unterfamilie Pitcairnioideae s.str. scheinen also bislang nicht eindeutig geklärt zu sein.

4.3.2 Evolution in Raum und Zeit

Die zentralen Anden von den peruanischen und bolivianischen Yungas im Norden bis zum Tucuman-Bolivian-Forest im Süden sind mit mehr als zwei Drittel der Fosterella-Arten, die dort vorkommen, das Gebiet mit der höchsten Diversität. Der andine Ursprung von Fosterella wurde bereits in anderen Analysen vermutet, allerdings wurden dabei nur wenige Akzessionen berücksichtigt (Givnish et al. 2004, 2011). In der parsimonie-basierten Biom- Analyse ist sowohl der Ursprung in den andinen, saisonalen tropischen Trockenwäldern (SDTFs) als auch in den präkambrischen, azonalen Standorten des Brasilianischen Schilds mit gleicher Wahrscheinlichkeit gestützt (Abb. 3.4). Schon in Rex et al. (2007) wurde der

Natascha Wagner, Universität Kassel 113 Diskussion

Ursprung der Gattung in den älteren Habitaten des amazonischen Tieflands vermutet. Die Aufteilung der ersten Krongruppen in der Gattung fand vor etwa 8 Mio. Jahren statt. Zu diesem Zeitpunkt existierten die SDTFs bereits und die zentralen Anden begannen mit ihrer letzten, schnellen Anhebung. Da beide der potenziell ursprünglichen Gebiete bei der Entstehung von Fosterella bereits vorhanden waren, kann allein über das Alter der Habitate keine Entscheidung über den geographischen Ursprung getroffen werden. Der Ursprung der Gattung geht mit den durchgeführten Analysen der vorliegenden Arbeit aber mit großer Wahrscheinlichkeit auf den Biodiversitäts-Hotspot der tropischen Anden zurück (Biogeographie-Analyse, Abb. 3.4 links). Dieses Gebiet umfasst in den Analysen nicht nur die Anden selbst, sondern auch die mit den Anden in Beziehung stehenden flacheren Gebiete am Fuße der östlichen Kordillera.

(Fern‐) Ausbreitungsereignisse

Von diesem Areal der tropischen Anden gab es laut den vorliegenden Daten vier voneinander unabhängige Ausbreitungsereignisse. Darunter fallen zwei Fernausbreitungsereignisse: eines nach Mittelamerika (F. micrantha) und eines in das Tiefland Amazoniens (F. batistana). Diese Ausbreitungsereignisse fanden den Analysen zufolge im späten Pliozän/ frühen Pleistozän statt. Die Möglichkeit der Vikarianz kann aus biologischen Gründen als sehr unwahrscheinlich angesehen werden, da die distinkten Gebiete weit von dem Ursprungsgebiet entfernt liegen, in der Region dazwischen keine Hinweise auf Fosterella-Vorkommen gefunden wurden und der Zeitraum der Besiedlung erst vor relativ kurzer Zeit stattfand. Neben F. batistana ist auch die Art F. nicoliana im amazonischen Tiefland zu finden (u. a. an der Grenze von Peru und Kolumbien, Ibisch pers. Mitteilung). Diese Art wurde erst vor Kurzem beschrieben und war leider nicht Bestandteil der molekularen Analysen. Die beiden Arten kommen nicht im dichten Wald, sondern an offenen, azonalen Standorten vor, wie offene Areale an Wasserfällen, Flussläufen oder freistehenden Felsen. Obwohl es eine ganze Reihe dieser azonalen, potenziellen Standorte im amazonischen Tiefland gibt, findet eine erfolgreiche Ausbreitung von Fosterella zu diesen Orten wohl nur sehr selten statt. Fosterella ist sehr schlecht an Standorte in dichten, schattigen Wäldern angepasst, sie wachsen nur langsam und sind damit im Wettbewerb im Unterwuchs von Wäldern anderen, besser angepassten Pflanzen unterlegen. Außerdem sind die Samen von Fosterella (sowie anderer Pitcairnioideae) sehr klein und nicht besonders gut flugfähig und daher nicht gut für die Ausbreitung über weite Strecken geeignet (Varadarajan & Gilmartin 1988a, b). Rex (2007)

114 Phylogeographie und Populationsgenetik in Fosterella Diskussion sieht die schlechte Samenausbreitung als eine Begründung für die hohe Zahl an Lokalendemiten. Die Bestäuber sind ebenfalls klein, z. B. kleine Bienen und Fliegen (Ibisch et al. 2002, eigene Beobachtungen) und kaum in der Lage, Pollen über größere Strecken zu transportieren. Die Ausbreitung über große Strecken in neue Gebiete geschieht daher nur selten und in den verschiedenen Abstammungslinien unterschiedlich häufig.

Azonale Standorte des Brasilianischen Schilds

Die Ausbreitung in näher liegende Regionen ist hingegen häufiger. Es gab mindestens zwei Ausbreitungsereignisse in die azonalen Standorte des Brasilianischen Schilds, einmal in der rusbyi-Gruppe und eines in der penduliflora-Gruppe. Dies unterstützt bisherige Funde in anderen Bromeliengruppen, in denen Ähnliches beobachtet wurde (Barbará et al. 2007, Linares-Palomino & Kessler 2009). Damit entspricht Fosterella dem Prinzip der "Anden Artenpumpe", das von Antonelli & Sanmartin (2011) aufgestellt wurde und besagt, dass in den Anden entstandene Artengruppen sich in andere neotropische Biome ausbreiten und dort radiieren. Nach der Besiedlung im Pliozän fand in den azonalen Standorten eine weitere Diversifizierung statt (Abb. 3.4: rusbyi-Gruppe: F. windischii, F. vasquezii, F. yuvinkae und F. hatschbachii). Die felsigen Standorte können wie Inseln in einem "Meer aus Wald" betrachtet werden. Umgeben von tropischen Regenwald, also unpassendem Habitat für Fosterella, kann das Verbreitungsmuster durch ein initiales Besiedlungsereignis aus dem andinen Raum und anschließender allopatrischer Artbildung entlang der geografisch isolierten Felsen erklärt werden. Dass der Genfluss zwischen Populationen verschiedener Inselberge eingeschränkt ist, konnte schon in anderen Bromeliengruppen gezeigt werden (Barbará et al. 2007, Palma-Silva et al. 2011). Die allopatrische Artbildung auf "terrestrischen Inseln" ist ein bekanntes Phänomen und wurde z. B. für die Tepuis im Guyana-Schild und isolierte Biome der Anden beschrieben (Givnish et al. 1997, Sarthou et al. 2001, Särkinen et al. 2012). Die Entstehung der vier endemischen Arten der rusbyi-Gruppe fand im Pleistozän statt, also innerhalb der letzten 1,5 Mio. Jahre. Zieht man die PHYC-Daten mit in Betracht, in denen F. hatschbachii nicht gemeinsam mit F. yuvinkae, F. windischii und F. vasquezii gruppiert, sondern an einer unaufgelösten Polytomie steht bzw. schlecht gestützt mit F. gracilis, F. penduliflora und einer Akzession von F. yuvinkae gruppiert, scheint es noch mindestens ein weiteres Ausbreitungsereignis zu den azonalen Standorten gegeben zu haben.

Natascha Wagner, Universität Kassel 115 Diskussion

Saisonale tropische Trockenwälder (saesonally dry tropical forests, SDTFs)

Die Biom-Analyse weist die saisonalen tropischen Trockenwälder (SDTFs) der Anden und die präandinen azonalen Standorte als wahrscheinliche Ursprungsgebiete aus. Die Entstehung in offenen und zeitweise trockenen Gebieten in tieferen Lagen geht mit der Anpassung vieler Fosterella-Arten an zeitweise Trockenheit, z. B. sukkulente Blätter einher. Sie besiedeln offene Standorte. Auch in feuchteren Gebieten siedeln sie an Hängen entlang von Straßen oder Flüssen. Die SDTFs sind ein sehr altes Biom, sie existierten bereits vor der letzten Anhebung der zentralen Anden vor etwa 10 Mio. Jahren (Burnham & Carranco, 2004). Neuere Studien, die auf molekularen Phylogenien andiner Taxa basieren, bestätigen die Existenz der SDTFs als alte Habitate (Pennington et al. 2010, Särkinen et al. 2012). Die Entstehung der Gattung Fosterella vor ca. 10 Mio. Jahren passt in diesen Zeitraum. Die andinen SDTFs können aufgrund ihrer flickenteppichartigen, voneinander isolierten Verteilung in den Anden ähnlich der azonalen Standorte des Brasilianischen Schilds als "terrestrische Inseln" betrachtet werden. Eine neuere Studie von fünf SDTF Gattungen zeigte, dass der hohe Grad an Endemismus und Diversität in diesen Gebieten am besten durch geographische Barrieren und damit einhergehender genetischer Isolation erklärt werden kann (Särkinen et al. 2012). Dazu passen auch die Ergebnisse von Fosterella. Die Ausbreitung in voneinander abgeschiedene Trockenwälder einhergehend mit fehlendem Genfluss könnte die Artbildung gefördert haben. So kommt F. christophii (micrantha-Gruppe) im Tucuman- Bolivian-Forest vor, einem trockenen Wald südlich des Andenknicks, F. micrantha, ebenfalls micrantha-Gruppe, kommt hingegen ausschließlich in den mittelamerikanischen SDTFs vor. Interessanterweise hat sich F. micrantha nach dem Fernausbreitungsereignis nach Mittelamerika zwar über ein großes Gebiet ausgebreitet, aber anscheinend noch nicht weiter diversifiziert. Weitere Beispiele sind F. spectabilis und F. floridensis (rusbyi-Gruppe), die ebenfalls im Tucuman-Bolivian-Forest vorkommen, sowie die weddelliana-Gruppe, die ausschließlich in interandinen Trockentälern vorkommt. Diese letzte Gruppe ist sowohl in den plastidären als auch nukleären Analysen gut gestützt.

Yungas

Die Yungas, in denen heute 13 Fosterella-Arten vorkommen, entstanden erst nach der Anhebung der östlichen Andenkordillere vor etwa 6 Mio. Jahren (Gregory-Wodzicki 2000). Durch die entstehende Barriere für die feuchte Luft aus dem Amazonasbecken und dem

116 Phylogeographie und Populationsgenetik in Fosterella Diskussion daraus resultierenden zunehmenden Niederschlag entstanden die feuchten Wälder der östlichen Andenabhänge. Der hohe Grad an Artenreichtum und Endemismus innerhalb der Gattung machen die topograhisch fragmentierten und ökologisch diversen Yungas in La Paz mit Blick auf Fosterella interessant. Die Besiedlung dieser feuchteren Gebiete mittlerer Höhe durch Fosterella begann vor etwa 5 Mio. Jahren und es diversifizierte sich die albicans- Gruppe. Die mikroklimatischen Bedingungen unterscheiden sich in den Yungas von den SDTFs und azonalen Standorten. Insgesamt sind sie kühler und feuchter, es gibt weniger häufig trockene Perioden und die Standorte sind häufiger schattig (Peters 2009). Vermutlich haben die Vorfahren der albicans-Gruppe einen ökologischen Shift durchlaufen und waren damit an die in den Yungas herrschenden Bedingungen besser angepasst und konnten sich weiter diversifizieren. Kürzlich erstellte Analysen dreier Hauptbiome in den Anden (Steppen in den Hochlagen, feuchte Wälder mittlerer Lagen und andine Trockenwälder (SDTFs), Pennington et al. 2010) zeigten, dass die Evolution von Pflanzen innerhalb dieser andinen Habitate isoliert voneinander zu betrachten ist. Dies weist auf Nischenkonservatismus (niche conservatism) innerhalb der Abstammungslinien in diesen Gebieten hin, also auch innerhalb von Fosterella und spezifischer, innerhalb der albicans-Gruppe. Die Yungas sind ein ökologisch diverses und topographisch distinktes Gebiet (Ibisch & Merida 2004). Die hohe geomorphologische sowie die mikroklimatische Diversität scheinen gemeinsam mit eingeschränktem Genfluss zwischen isolierten Gebieten der Yungas in der F. albicans- Gruppe zu allopatrischer Artbildung in verschiedenen Yungas-Gebieten geführt zu haben. Es gab außerdem weitere, rezente und voneinander unabhängige Besiedlungen der Yungas innerhalb der Gattung Fosterella. Diese fanden erst später, innerhalb der letzten 2 Mio. Jahre im Pleistozän statt (z. B. F. rusbyi, vgl. Abb. 3.4).

Einfluss der Auffaltung der Anden und der Schließung des Isthmus

Die Auffaltung der Anden hatte enorme Auswirkungen auf das Klima und die Topographie Südamerikas und damit auch immensen Einfluss auf die dort existierenden Tier- und Pflanzenarten. Fosterella, als eine den Anden zugeordnete Gattung, entstand vor etwa 10 Mio. Jahren, also in einem Zeitraum, in dem die zentralen Anden nur etwa die Hälfte ihrer jetzigen Höhe hatten (Gregory-Wodzicky 2000). Die Vermutung liegt nahe, dass die Anhebung der Anden auch einen Einfluss auf die Artbildung innerhalb Fosterellas gehabt haben könnte. Viele neue Lebensräume sind entstanden, Verbreitungsgebiete wurden durch entstehende Täler bzw. Bergketten voneinander abgeschnitten, klimatische Änderungen traten

Natascha Wagner, Universität Kassel 117 Diskussion auf. Das sind alles Faktoren, die die Artbildung antreiben. Interessanterweise zeigten Untersuchungen der Artbildungsraten (speciation rates), dass die Frequenz der Artbildung über die letzten 8 Mio. Jahre innerhalb der Gattung Fosterella relativ konstant geblieben ist (Wagner et al. im Druck). Der fehlende Anstieg der Diversifikationsrate mit zunehmend verfügbaren Habitaten in den Anden ist dadurch zu erklären, dass Fosterella keine hochandine Gattung ist, sondern hauptsächlich in SDTFs und den feuchteren Yungas vorkommt. Die saisonalen tropischen Trockenwälder sind ein relativ altes Habitat, das bereits vor 19 Mio. Jahren existierte (Särkinnen et al. 2012). Das Vorhandensein der mittelhohen Habitate veränderte sich wahrscheinlich kaum, während jüngere, hochandine Habitate neu entstanden. Die geographische Trennung von vorher miteinander verbundenen Verbreitungsgebieten wird durch allopatrische Artbildung einen Einfluss auf die Evolution der Gattung Fosterella gehabt haben. Eine signifikante Korrelation mit der finalen Anhebung der Anden kann jedoch nicht festgestellt werden.

Ein weiteres wichtiges Ereignis in der Geschichte Südamerikas ist die Schließung der Landbrücke zwischen Nord- und Südamerika vor etwa 3 Mio. Jahren (Burnham & Graham 2004). Nach der datierten Analyse von Fosterella fand die Besiedlung Mittelamerikas im späten Pleistozän, vor weniger als 1 Mio. Jahre statt. Die Landbrücke existierte also zu diesem Zeitpunkt bereits. Ursache ist aller Wahrscheinlichkeit nach ein rezentes Fernausbreitungs- ereignis. Sowohl die Ausbreitung von Fosterella über Trittsteine nach Mittelamerika als auch Vikarianz können nach den vorliegenden Daten ausgeschlossen werden. Fernausbreitungsereignisse nach Mittelamerika gab es bereits vor der Schließung des Isthmus. So haben Cody et al. (2010) auf Basis von 43 datierten Phylogenien (Tiere und Pflanzen) festgestellt, dass bei 32 % der Pflanzen das Migrationsereignis älter als 20 Mio. Jahre ist, also Mittelamerika vor der Schließung der Landbrücke erreicht wurde. Bei 67 % der untersuchten Tiere und Pflanzen waren die Migrationsereignisse länger als 3 Mio. Jahre her. Auch wenn die Migration von F. micrantha nach Mittelamerika und die dortige Besiedlung weniger als 3 Mio. Jahre zurückliegt, so hatte die Schließung des Isthmus keine direkte Auswirkung auf die Artbildungsprozesse innerhalb Fosterellas, da es sich um ein Fernausbreitungsereignis handelt.

118 Phylogeographie und Populationsgenetik in Fosterella Diskussion

4.3.3 Aufteilung innerhalb der Gattung Fosterella

Innerhalb von Fosterella wurde bislang eine Aufteilung in sechs Untergruppen beschrieben (Rex et al. 2009). Diese Aufteilung kann auch in der vorliegenden Arbeit in der Chloroplasten-Phylogenie beobachtet werden (s. Abb. 3.1, 3.2). Die penduliflora- und die weddelliana-, sowie die micrantha- und weberbaueri-Gruppe stehen jeweils in Schwesterbeziehung zueinander und stimmen mit den von Rex et al. (2009) definierten Gruppen überein, ebenso die rusbyi-Gruppe. Die albicans-Gruppe bildet hingegen in den vorliegenden Analysen keine monophyletische Gruppe. Die Suche nach der ursprünglichen Fosterella-Art kann auch in der vorliegenden Studie nicht beantwortet werden.

Die Chloroplasten- und Kernphylogenie entsprechen sich nur bedingt (s. Abb. 4.2). So lassen sich in der wenige Akzessionen umfassenden Phylogenie von NIA-b die auf Basis der cp- Phylogenie definierten micrantha-Gruppe mit F. micrantha, F. christophii, F. villosula sowie einer Akzession von F. penduliflora, eine fragmentarische rusbyi-Gruppe mit F. rusbyi und F. windischii und ein Monophylum mit allen F. robertreadii-Akzessionen wiederfinden. Außerdem gruppiert ein Großteil der F. albicans-Akzessionen zusammen (Abb. 3.10). Das Datenset ist sehr klein und es wäre interessant zu sehen, wie sich die Phylogenie bei größerem Set entwickelt. Bei PHYC finden sich ebenfalls einige der cp-Gruppen wieder, aber oft in anderer Zusammensetzung als in der 6-Locus-Phylogenie. Im Folgenden wird, von den auf der kombinierten Chloroplastenanalyse basierenden Gruppen ausgehend, die Stellung in beiden Datensätzen diskutiert.

"albicans‐rusbyi‐Komplex"

Die albicans- und rusbyi-Gruppe bilden in der 6-Locus-Phylogenie einen Komplex. Während die rusbyi-Gruppe als monophyletische Gruppe zu erkennen ist, ist es für die albicans-Gruppe nicht der Fall (s. Abb. 3.1). In Rex et al. (2009), basierend auf vier plastidären Markern und einem kleineren Sampling, sind diese beiden Gruppen hingegen distinkt (BW 93 bzw. BW 85). In der vorliegenden Analyse stehen je eine Akzession von F. albicans, F. heterophylla und F. petiolata ungestützt (Abb. 3.1, MP-Analyse) bzw. mit PP von 1 gut gestützt (Abb. 3.2, BA) an der Basis der rusbyi-Gruppe.

Natascha Wagner, Universität Kassel 119 Diskussion

PHYC 63 6 cp Loci 62 62 61

93 51

F. spec. Wagner 09.020-10

76 F. penduliflora Vasquez 3729a (128) 86 99

83 90 75

F. heterophylla Vasquez 3661 (26c) 100

100 84 100 100 97 55 rusbyi-Gruppe albicans-Gruppe 92 99 58 F. robertreadii 100 micrantha-Gruppe 72 F. spec. Wagner 09.036-09 F. petiolata Wagner 09.037-10 80 weberbaueri-Gruppe penduliflora-Gruppe 100 weddelliana-Gruppe Außengruppe

Abb. 4.2 Gegenüberstellung der 50 % Majority‐Rule‐Konsensusbäume der Maximum Parsimonie‐Analysen basierend auf dem nukleären Marker PHYC (links) und der kombinierten Chloroplastenanalyse (rechts). Die sechs definierten Gruppen der cp‐Analyse sind farblich markiert (s. Legende). Ebenso die monophyletische F. robertreadii‐Gruppe (dunkelrot). Akzessionen ohne Farbmarkierung konnten keiner der definierten Gruppen zugeordnet werden bzw. waren in einer der beiden Phylogenien nicht enthalten. Die Bootstrapwerte befinden sich oberhalb der Äste. In dieser Abbildung wird die Inkongruenz der beiden Bäume deutlich. Abgesehen von der weddelliana‐Gruppe, die in beiden Phylogenien vorhanden ist, gruppieren die Akzessionen in der nukleären Analyse tendenziell ihrer Artzugehörigkeit entsprechend, statt zu den nach plastidären Daten definierten Gruppen. Ausführliche Einzelbäume befinden sich im Ergebnisteil (Abb. 3.1, 3.11)

120 Phylogeographie und Populationsgenetik in Fosterella Diskussion

In Rex et al (2009) gehören F. heterophylla und alle Akzessionen von F. albicans zur albicans-Gruppe. Die ausgruppierende Akzession von F. albicans (JP06.0014) sowie die Akzession von F. petiolata (JP06.0097) waren in der Analyse von Rex et al. (2009) jedoch auch nicht beinhaltet. Die resultierende Paraphylie von F. albicans und F. petiolata, die mit Akzessionen sowohl in der albicans- als auch der rusbyi-Gruppe vertreten sind, kann durch Introgression erklärt werden. F. albicans bildet auch innerhalb der albicans-Gruppe keine monophyletische Einheit. Bereits in Rex et al. (2007) basierend auf AFLP-Daten wurde auf eine notwendige Revision von F. albicans hingewiesen, da die Akzessionen dieser Art keine gut gestützte Gruppe bildeten. Die relativ weitverbreitete Art hat sich gegebenenfalls bereits (z. B. durch mangelnden Genfluss) diversifiziert oder mit anderen Arten hybridisiert, was zu der poly-/paraphyletischen Stellung einiger Akzessionen im Chloroplastenstammbaum führen könnte. Da F. albicans morphologisch und ökologisch variabel ist, vermuteten bereits Peters et al. (2008), dass sich Pflanzen aus dem Tucuman-Bolivian-Forest in Südbolivien und Nordargentinien von denen in den Regen- und Nebelwäldern der zentralbolivianischen Yungas unterscheiden könnten. In der Chloroplastenphylogenie trifft das nur teilweise zu. So gibt es in der albicans-Gruppe eine basale Gruppe mit drei F. albicans-Akzessionen, von denen zwei aus Santa Cruz, Florida stammen, und eine aus Tarija, Acre, kommt, also eher aus dem Süden des Verbreitungsgebiets. Auf der anderen Seite gruppieren die beiden Akzessionen aus Cochabamba, Chapare nicht zusammen, stattdessen gruppieren sie mit einer Akzession aus La Paz, Nor Yungas bzw. stehen isoliert. In der Phylogenie basierend auf PHYC gruppieren alle F. albicans-Akzessionen zusammen, abgesehen von jener in der rusbyi-Gruppe der cp-Phylogenie stehenden Akzession (JP06.0014), die an der Basis der weddelliana-Gruppe steht (Abb. 3.11) sowie JP06.0037, die in der PHYC-Phylogenie der MP-Analyse an der Basis der penduliflora-Gruppe steht (unaufgelöste Polytomie der Bayes´schen Analyse). Ebenfalls in der penduliflora-Gruppe der PHYC-Phylogenie steht F. heterophylla (RV 3661), ein weiterer Ausreißer der albicans-Gruppe in die rusbyi-Gruppe der cp-Phylogenie. Dies sind weitere Indizien für Introgressionsereignisse.

Die Mitglieder der rusbyi-Gruppe der cp-Analyse gruppieren teilweise auch in der PHYC- Analyse zusammen. So gibt es die "rusbyi-Gruppe" in beiden Analysen, Akzessionen von F. windischii, F. vasquezii, F. yuvinkae und F. rusbyi gehören jeweils dazu. Außerdem F. kroemeri und F. petiolata, die in der cp-Analyse zur albicans-Gruppe zählten. Andersrum sind F. spectabilis, F. floridensis sowie F. hatschbachii nicht mehr Bestandteil der rusbyi- Gruppe. Auch einige F. rusbyi-Akzessionen sind an anderen Stellen des Baums zu finden. So

Natascha Wagner, Universität Kassel 121 Diskussion gruppieren zwei Akzessionen (Nowicki 2061, JP 06.0076) an der Basis der F. albicans- Gruppe (Abb. 3.11, 3.12).

Es scheint also von einigen Arten "Kernakzessionen" zu geben, deren Akzessionen zusammen gruppieren (F. rusbyi, F. albicans, "windischii-vasquezii-Gruppe"), wohingegen einige Akzessionen dieser Arten, ggf. durch Introgressionsereignisse und/oder Hybridisierungs- ereignisse, an anderen Stellen in der Phylogenie zu finden sind. Jedenfalls formen die Akzessionen des rusbyi-albicans-Komplex weder in der cp- noch der Kernanalyse monophyletische Gruppen bezogen auf ihre Artzugehörigkeit.

Die weberbaueri-Gruppe steht in der Chloroplastenphylogenie in Schwesterposition zur micrantha-Gruppe. In der Kernphylogenie gruppiert ein Großteil der Akzessionen ebenfalls zusammen (weberbaueri-Gruppe, Abb. 3.11). Allerdings ist F. weberbaueri polyphyletisch. Weiterhin gruppiert eine Akzession von F. villosula (JP06.109) in diese Gruppe. Ursache könnten z. B. Hybridisierungsereignisse sein (vgl. 4.3.4). Fosterella batistana steht in der Kernphylogenie basierend auf PHYC in Schwesterposition zu allen Akzessionen der Klade C (Abb. 3.11). Auch hier stimmen die Chloroplasten- und die Kernphylogenie nicht überein.

Die weddelliana-Gruppe ist die einzige Gruppe, die sowohl in der cp-Analyse als auch in der Kernanalyse identisch vorhanden ist. Diese Gruppe wurde mit AFLP-Daten ebenfalls definiert (Rex et al. 2007). Es scheint sich um eine genetisch klar getrennte Gruppe zu handeln. Die Arten dieser Gruppe sind in ihrer Verbreitung auf interandine Trockentäler begrenzt (Peters 2009), also auch geographisch von den anderen Artengruppen getrennt. Auf die penduliflora- und micrantha-Gruppe wird in den Abschnitten 4.4 und 4.5 ausführlich eingegangen.

4.3.4 Poröses Genom, Introgression, Hybridisierung

Insgesamt sind neben der weddelliana-Gruppe nur zwei weitere Arten, die mit mehreren Akzessionen in den Phylogenien vertreten sind, sowohl in der Chloroplasten- als auch in der Kernanalyse monophyletisch: F. robertreadii und F. spectabilis. Fosterella spectabilis unterscheidet sich aufgrund der auffälligen Morphologie mit den langen roten Blüten deutlich von den anderen Fosterella-Arten. Trotzdem nimmt sie in keiner der berechneten Phylogenien eine isolierte Stellung ein. Im Gegensatz zu Rex et al. (2007), wo auf Basis von AFLP-Daten eine Akzession von F. spectabilis eine basale Stellung eingenommen hat.

122 Phylogeographie und Populationsgenetik in Fosterella Diskussion

Abgesehen von diesen zwei genannten Arten und der weddelliana-Gruppe sind alle anderen Arten bzw. Artengruppen entweder in der einen oder anderen Analyse para- oder polyphyletisch. Das weist darauf hin, dass die Arten genetisch nicht gut voneinander getrennt sind (incomplete lineage sorting) bzw., dass es sich um kryptische Arten handelt. Hybridisierung und horizontaler Gentransfer scheinen innerhalb der Gattung häufig stattzufinden. Die aufgespürten Hybride zwischen F. albicans und F. penduliflora (RV 3729, JP 06.0037; vgl. 4.4.3) sind Beispiele dafür. RV 3729 besitzt das Kerngenom von F. albicans, allerdings den Chloroplasten von F. penduliflora. Die Morphologie ist intermediär. Genau andersherum ist es bei der Akzession JP 06.0037, die den Chloroplasten von F. albicans und das PHYC-Gen von F. penduliflora innehat. Gelegentlich findet man besonders an sekundären Standorten in den Yungas mehrere Arten gleichzeitig. Dieses sympatrische Vorkommen, häufig entlang von Straßen und anderen rezenten Standorten, die von Menschen gemacht sind, könnte Kreuzungen und horizontalen Gentransfer zwischen nahe verwandten Arten ermöglichen bzw. vereinfachen. Effektive prä- und postzygotische Barrieren scheinen innerhalb der Gattung nicht sonderlich gut ausgeprägt zu sein, wie auch die beiden Beispiele zeigen. Bestäubungsexperimente in brasilianischen, sympatrisch vorkommenden Bromelien ergaben, dass prä- und postzygotische Barrieren generell innerhalb der Bromeliaceae nur schwach ausgeprägt sind (Wendt et al. 2001, 2008). Neuere, molekulare Untersuchungen gaben außerdem Hinweise auf rezente Hybridisierungsereignisse und Introgression zwischen eng verwandten sympatrischen Bromelien der Gattungen Puya und Pitcairnia (Schulte et al. 2010, Palma-Silva et al. 2011). Insgesamt scheinen Hybridisierungsereignisse innerhalb der Evolution der Bromelien eine größere Rolle zu spielen, als bisher angenommen wurde (Versieux et al. 2012). Dies trifft anscheinend auch auf die Entwicklung von Fosterella zu.

Eine weitere Möglichkeit der Erklärung für die widersprüchlichen Ergebnisse des Vergleichs nukleärer und plastidärer Phylogenien ist das "porous genome concept" (Wu 2001). In diesem Konzept wird davon ausgegangen, dass das Genom durchlässig bzw. "brüchig" ist, allerdings für die Art, z. B. für die Morphologie, entscheidende Gene/Genbereiche beibehalten werden. Die Bereiche dazwischen können ausgetauscht werden. Daraus folgt, dass Pflanzen morphologisch einer Art zugeordnet werden können, aber genetisch durchaus anderen Arten näher stehen. Dies wurde auch bereits für Pitcairnia publiziert (Palma-Silva et al. 2011). Das erklärt, warum nicht nur in der plastidären Phylogenie, sondern auch in der Kernphylogenie Arten poly- bzw. paraphyletisch sind.

Natascha Wagner, Universität Kassel 123 Diskussion

4.4 penduliflora‐Gruppe

Die penduliflora-Gruppe war Bestandteil tiefergehender Untersuchungen. Neben der 6-Locus- Phylogenie und der Kernphylogenie wurde ein Haplotypennetzwerk berechnet sowie eine ausführliche populationsgenetische Analyse mit AFLPs an der Gruppe vorgenommen.

4.4.1 Phylogenien

In der plastidären Analyse steht die penduliflora-Gruppe in Schwesterbeziehung zur weddelliana-Gruppe (Abb. 3.1). Das entspricht früheren Analysen (Rex et al. 2009). An der Basis steht F. gracilis und innerhalb der vielen untersuchten F. penduliflora-Akzessionen gibt es weitere Gruppen. Die Trennung von F. gracilis fand nach unseren Analysen vor etwa 2,5 bis 3 Mio. Jahren statt (Wagner et al. im Druck), die Stammgruppe ist ca. 8 Millionen Jahre alt. Vor der letzten Revision zählten F. penduliflora, F. chiquitana und F. latifolia zu der "penduliflora-Allianz" (Rex et al. 2007). Interessanterweise gruppieren die Akzessionen RV3762, RV4685 und RS301002-3, die zuvor der Art F. chiquitana zugeordnet wurden, in der vorliegenden Analyse zusammen. In der MP-Analyse basierend auf PHYC bilden zehn Akzessionen von F. penduliflora gemeinsam mit F. heterophylla und einer in Schwesterbeziehung stehenden Akzession von F. albicans x penduliflora (JP06.0037) eine ungestützte Gruppe ("penduliflora-Gruppe"). Auch hier gruppieren die ehemals als F. chiquitana bezeichneten Akzessionen zusammen. Weitere Akzessionen stehen in der basalen Polytomie. In der Bayes´schen Analyse existiert diese Gruppe nicht. F. gracilis, die zweite Art der plastidären penduliflora-Gruppe, steht in der MP-Analyse von PHYC in Schwesterposition zu F. spectabilis, in der Bayes´schen Analyse in einer schwach gestützten Gruppe mit je einer Akzession von F. penduliflora, F. hatschbachii und F. yuvinkae. Basierend auf den Kerndaten scheinen F. gracilis und F. penduliflora also nicht näher miteinander verwandt zu sein. Dies wird durch AFLP-Analysen von Rex et al. (2009) unterstützt. Interessant ist die Schwesterbeziehung zu F. spectabilis in der MP-Analyse. Diese Art, mit ihren roten länglichen Blüten, ist neben F. gracilis mit gelben Blüten die einzige Fosterella-Art mit gefärbten Petalen. Dieser Zusammenhang ist nur schwach gestützt. So steht bei Rex et al. (2009) F. spectabilis an der Basis der AFLP-Phylogenie in Schwesterbeziehung zu allen anderen Fosterella-Arten. Die nahe Verwandtschaft dieser beiden Arten wird auch mit den nukleären Loci G3PDH und RPB2 nicht bestätigt (Klein 2012).

124 Phylogeographie und Populationsgenetik in Fosterella Diskussion

4.4.2 Biogeographie

Baumbasierten Methoden nehmen ein dichotomes Verzweigungsmuster an. Die Evolution muss aber nicht dichotom verlaufen, so kann es auch retikulate Evolution geben, besonders Hybridisierungsereignisse sind hier hervorzuheben. Für die penduliflora- und die micrantha- Gruppe wurde mit den Chloroplastendaten jeweils ein Haplotypennetzwerk gerechnet. Normalerweise werden Netzwerke für intraspezifische Zusammenhänge verwendet. Sie sind aber auch sinnvoll, um sehr nahverwandte Artengruppen bzw. Taxa mit geringer genetischer Variabilität zu analysieren (Wagner 2007, Schütz 2011). Im Gegensatz zu Bäumen werden auch interne Knoten durch Haplotypen besetzt und alternative evolutionäre Szenarien können dargestellt werden. Ebenfalls kann eine Beziehung zur geographischen Verbreitung mit den Netzwerken hergestellt werden. So scheinen die Gruppierungen innerhalb der penduliflora- Gruppe mit der geographischen Verteilung dieser weit verbreiteten Art in Verbindung zu stehen. Das Ergebnis des Haplotypennetzwerkes ist der Abb. 3.6 zu entnehmen. Die klare Trennung von F. gracilis von F. penduliflora bestätigt das distinkte Verhältnis beider Arten. Innerhalb von F. penduliflora zeigt sich ein Nord-Süd-Gradient. Die Haplotypen der Proben des südlichen Verbreitungsgebiets gruppieren zusammen, die Proben des zentralen Verbreitungsgebiets ebenso. Etwas abseits davon stehen die Proben aus dem nordöstlichen Teil des Verbreitungsgebiets. Es scheint also eine Korrelation zwischen Verbreitungsgebiet und genetischer Diversität zu bestehen. Aus dem Gebiet der bolivianischen Yungas gab es eine Ausbreitung in den Teil südlich des Andenknicks. Außerdem eine Ausbreitung in das nordöstliche Tiefland Boliviens. Von dort gab es offenbar eine Rückbesiedlung in den Andenraum, denn die Akzession Cathart s.n. kommt in diesem Bereich vor, ist aber über einige Mutationsschritte von den anderen in den Anden vorkommenden Akzessionen getrennt. Der Andenknick scheint eine wichtige Rolle in der genetischen Diversifizierung zu spielen und ebenso eine Barriere darzustellen wie die unterschiedlichen Habitate der Yungas und des Tieflands. In diesem Bereich treffen Yungas, Tucuman-Bolivian-Forest, Chiquitano- Dry Forest und flachere Gebiete des Amazon-Moist-Forest und des Chaco aufeinander.

Natascha Wagner, Universität Kassel 125 Diskussion

4.4.3 Hybridisierung F. penduliflora x F. albicans

In der 6-Locus-Phylogenie steht die F. penduliflora-Akzession RV3729a in Schwesterposition Peru

Bolivien Brasilien zu den übrigen Akzessionen der penduliflora-Gruppe. Bereits bei der Bestimmung dieser Akzession traten Schwierig- Chile Paraguay keiten auf, da sowohl morphologische Merkmale von

Argentinien F. penduliflora als auch von F. albicans vorhanden waren Abb. 4.3 Überlappendes Verbreitungsgebiet von F. albicans (rot) (Peters 2009). Sie wurde daher und F. penduliflora (grün) ursprünglich als F. albicans aff. penduliflora bestimmt, auf Basis der vorliegenden Chloroplastendaten letztendlich doch F. penduliflora zugeordnet (Peters, pers. Mitteilung). Interessanterweise steht diese Akzession in der Kernphylogenie zusammen mit den meisten Akzessionen von F. albicans (Abb. 3.11). Es scheint sich hier offensichtlich um einen Hybrid zu handeln. Deshalb wurde diese Probe für die Berechnung des phylogenetischen Netzwerkes nicht berücksichtigt. Weiterhin ist auffällig, dass in der Phylogenie basierend auf NIA-b ebenfalls eine Akzession von F. penduliflora in der albicans-Gruppe zu finden ist. Hier allerdings die Akzession JP06.0142. Diese Akzession steht in den PHYC-Phylogenien in der basalen Polytomie und weist auch morphologisch keine Besonderheiten auf. Umgekehrt steht eine Akzession von F. albicans (JP 06.0037) in der PHYC-Phylogenie in der penduliflora-Gruppe (Abb. 3.11). Bei der Bestimmung dieser Akzession anhand ihrer Morphologie wurde bereits der Zusatz aff. penduliflora zugefügt. Auch hier liegt eine Hybridisierung zwischen den beiden Arten nahe. Zusätzlich zeigte die Akzession JP06.0037 bei der Durchflusszytometrie den dreifachen DNA-Gehalt (s. Abschnitt 4.4.5), was dem Ergebnis einer Kreuzung einer tetraploiden F. penduliflora mit einer diploiden F. albicans entsprechen würde. Sowohl F. albicans als auch F. penduliflora weisen ein für Fosterella relativ großes Verbreitungsgebiet auf. Dieses überlappt sich insbesondere südlich des Andenknicks und in einem Gebiet im Departemento La Paz (Abb. 4.3). Sympatrisches Vorkommen mehrerer Fosterella-Arten am gleichen Standort ist zwar nicht die Regel, konnte aber beobachtet werden. Hybridisierungen zwischen

126 Phylogeographie und Populationsgenetik in Fosterella Diskussion mehreren Fosterella-Arten (z. B. Übertragung von Pollen durch die gleichen Bestäuber) in einem begrenzten Gebiet sind durchaus vorstellbar. Wie schon in Abschnitt 4.3.4 beschrieben, sind Kreuzungsbarrieren in Bromelien nur schwach ausgeprägt und Hybridisierungsereignisse scheinen in der Evolution der Gattung eine wichtige Rolle zu spielen.

4.4.4 Polyploidie

Bei Vorversuchen wurde für F. penduliflora Tetra- und Hexaploidie festgestellt (Brauer 2006, Blattner, pers. Mitteilung). Aufgrund dessen wurde Fosterella erneut zytogenetisch untersucht. Bei Chromosomenzählungen zeigte sich, dass F. penduliflora einen Chromosomensatz von 2n = 100 aufweist. Der Basischromosomensatz in Fosterella ist wie in vielen Bromelien 2n = 50 (Brown & Gilmartin 1986, Versieux et al. 2012, Benko Issepon, pers. Mitteilung). Neben Chromosomenzählungen (Abb. 4.4) wurden auf Basis der in Kassel befindlichen großen Lebendsammlung auch durchflusszytometrische Untersuchungen durchgeführt. Hier zeigten sich für die meisten F. penduliflora Akzessionen im Gegensatz zu den meisten anderen Arten der dreifache DNA-Gehalt, also der sechsfache Chromosomensatz (Paule, pers. Mitteilung). Diese Ergebnisse bestätigen einen polyploiden Status in F. penduliflora. Zusätzlich scheint es einen geographischen Zusammenhang zu geben. Die Akzessionen dieser Art, die südlich des Andenknicks vor-kommen

Abb. 4.4 Chromosomenzählungen an F. penduliflora, Material: sind vorzugsweise hexaploid, Wurzelspitzen. Benko Issepon (unveröffentlicht) während die Akzessionen aus nördlicheren Teilen des Verbreitungsgebiets vorzugsweise tetraploid sind. Es existieren bereits bekannte Zusammenhänge zwischen geographischem Vorkommen und Ploidiegrad. So ist bekannt, dass Polyploidie in höheren Lagen zunimmt, ebenso in arktischen Gebieten (Soltis et al. 2003). Weitere Untersuchungen könnten auch Tendenzen von Vorkommen polyploider Arten in den Anden beleuchten.

Natascha Wagner, Universität Kassel 127 Diskussion

Polyploidisierung hat in Pflanzen viele bekannte, ökologische Effekte, z. B. veränderte Größe, andere Blütezeit, größere biochemische Variation und Einfluss auf Bestäuber-Pflanzen- Interaktionen. Außerdem besitzen polyploide Pflanzen eine größere Variation an morphologischen und phänotypischen Eigenschaften im Vergleich zu den Elternarten. Das Verbreitungsgebiet ist ebenfalls oft ein anderes und größer als das der Elternarten (Soltis et al. 2003). Die Polyploidie von F. penduliflora bestätigt diese Annahmen und scheint ein erfolgreiches Modell zu sein, denn die Art hat im Vergleich zu anderen Fosterella-Arten ein großes Verbreitungsgebiet. Die Pflanzen sind sowohl in trockeneren als auch an feuchteren Standorten zu finden. Außerdem zeigt F. penduliflora eine verhältnismäßig hohe morphologische Plastizität.

Die paraphyletische Stellung der F. penduliflora-Akzessionen in der Kernphylogenie könnte durch unterschiedliche Entstehung der polyploiden Akzessionen erklärt werden. Hexaploide Individuen können durch verschiedene Mechanismen entstehen. Wenn man von einer Kreuzung eines tetraploiden Vorfahren mit einer diploiden Art ausgeht, kann es u. U. verschiedene diploide Partner gegeben haben. Weiterhin ist auch Autopolyploidisierung eine Option. Es ist mittlerweile bekannt, dass nach dem Polyploidisierungsprozess einige genetische und epigenetische Veränderungen stattfinden (Soltis et al. 2003). Jedes Gen ist bei einem polyploiden Genom in mehreren Kopien vorhanden. Für allotetraploide Baumwolle wurden 16 duplizierte Gene untersucht und herausgefunden, dass die beiden Bereiche unabhängig voneinander evolvieren (Cronn et al. 2002). Das kann Phylogenien basierend auf single-copy Genen durchaus beeinflussen, wenn z. B. zwei unterschiedliche und unabhängig voneinander evolvierende Kopien desselben Gens sequenziert werden (Small et al. 2004). Von den homeologen Genen kann z. B. durch "gene silencing" eine Kopie stillgelegt werden. Dadurch geht die Funktionalität des duplizierten Gens verloren und nur eine Kopie bleibt aktiv. Lynch & Conery (2000) berechneten, dass die meisten duplizierten Gene bereits innerhalb weniger Millionen Jahre verloren gehen. Das Phänomen der Verkleinerung des polyploiden Genoms wird auch "Diploidisierung" genannt (Soltis et al. 2003). Neben dem eben erwähnten "gene silencing" spielen auch Umbauprozesse des Genoms, die Eliminierung bestimmter Chromosom-/Sequenzbereiche, Prozesse bei der Rekombination sowie weitere Faktoren, die zu Verlust von Genomteilen führen, eine Rolle. Diese Faktoren können die Phylogenien beeinflussen, die auf Sequenzierung bestimmter Kernbereiche beruhen. Dies wäre eine Erklärung für die unterschiedliche Stellung von F. penduliflora-Akzessionen in den verschiedenen Kernphylogenien. Die unabhängige Evolution von homeologen Bereichen

128 Phylogeographie und Populationsgenetik in Fosterella Diskussion bzw. die unabhängig und unterschiedliche Neustrukturierung des Genoms in verschiedenen Populationen des gleichen Hybrids, kann über mehrere Generationen zur Entstehung von neuen Arten führen (Soltis et al. 2003). Die Auflösung der Bäume reicht für detailliertere Aussagen zu potenziellen Eltern von F. penduliflora nicht aus. Die Ursprungsarten, aus denen F. penduliflora hervorgegangen ist, lassen sich nicht eindeutig bestimmen. Dafür sind weitere nukleäre Untersuchungen notwendig.

Polyploidisierung ist weiterhin ein bekannter Mechanismus sympatrischer Artbildung. Eine Rückkreuzung mit den Elternpopulationen ist in der Regel durch verschiedene (zytologische) Barrieren nicht mehr möglich. Trotz des bereits polyploiden Status kann F. penduliflora Hybride mit anderen Arten bilden, z. B. F. albicans x penduliflora bzw. F. penduliflora x albicans (s. o.). Gegebenenfalls sind solche weiteren Hybridisierungen die Ursache der hexaploiden F. penduliflora-Individuen.

Die Ergebnisse für die F. penduliflora-Gruppe sind mit Blick auf Polyploidisierung auch für andere Gruppen innerhalb Fosterellas zu bedenken. Die durchflusszytometrischen Analysen weisen darauf hin, dass neben F. penduliflora (4x, 6x) auch F. hatschbachii (4x), F. yuvinkae (4x, 6x) und F. floridensis (2x, 6x) polyploid sind. Außerdem zeigte eine Akzession von F. albicans (JP06.0037) den dreifachen DNA-Gehalt, während die anderen getesteten Akzessionen diploid sind (Paule, pers. Mitteilung). Diese vorläufigen Ergebnisse werden weiter geprüft und durch Chromosomenzählungen ergänzt. Polyploidisierung scheint in der Evolution von Fosterella mehrfach vorgekommen zu sein.

4.4.5 Populationsgenetische Analysen

In den AFLP-Analysen zeigt sich eine klare Auftrennung der beiden untersuchten Arten F. gracilis und F. penduliflora. Das ist nicht weiter verwunderlich, da die PHYC-Phylogenie ebenfalls auf keine nähere Verwandtschaft der beiden Arten hinweist. Auch in AFLP- Analysen auf Gattungsebene (Rex et al. 2009) zeigt sich, dass F. penduliflora und F. gracilis nicht zusammen gruppieren.

Innerhalb der drei untersuchten Populationen von F. gracilis zeigt sich eine Durchmischung der Individuen der Populationen und nur eine geringe Strukturierung (vgl. Abb. 3.13 ff). Die drei Populationen wurden entlang des Flussufers des Rio Beni besammelt, in unmittelbarer

Natascha Wagner, Universität Kassel 129 Diskussion

Nähe zueinander. Tero et al. (2003) definierten für die Populationsstruktur und Migrationsmuster entlang von Flüssen fünf verschiedene Modelle: 1) uniforme Populationen mit hohem Genfluss, 2) fragmentierte Populationen ohne Genfluss, 3) Trittstein-Populationen sowie zwei weitere Modelle, die klassischen Metapopulationen entsprechen. Honnay et al. (2010) legten dar, dass der Samenfluss zwischen linear angeordneten Populationen in zwei Wegen funktioniert: (1) Entweder hauptsächlich zwischen benachbarten Populationen, was in ansteigenden genetischen Distanzen mit ansteigender geographischer Distanz resultiert oder (2) durch Samenausbreitung zwischen voneinander entfernten Populationen, was in geringer genetischer Differenzierung und geringerer Isolation zwischen den Populationen resultiert. 9Anders als in den Analysen von Tero et al. (2003), Honnay et al. (2010) und einer Arbeit an Dyckia ibiramensis (Hmeljevski et al. 2011), bei denen die untersuchten Populationen entlang von Flüssen jeweils eine hohe genetische Struktur zeigten, ist das in F. gracilis offenbar nicht der Fall. Die Möglichkeit des Genflusses über mehrere hundert Meter entlang eines Flusslaufs scheint innerhalb der Art möglich zu sein. F. gracilis entspricht mit der geringen genetischen Differenzierung dem Modell 1 von Tero et al. (2003). Samenaustausch entlang des Flusses erscheint aufgrund der kleinen, flugunfähigen Samen unwahrscheinlich. Der Pollenaustausch durch fliegende Bestäuber könnte hingegen eine Begründung für den vorhandenen Genfluss sein. Einen größeren paternalen Einfluss fanden auch Hmeljevski et al. (2011) für Dyckia ibiramensis, deren Samen durch Wind, Schwerkraft und ggf. Wasser verbreitet werden. Die Populationen NW09.023 und NW09.022 sind sich, abgesehen von einigen Ausnahmen, genetisch etwas näher als zu der Population NW09.021. Die geographische Distanz könnte also gegebenenfalls eine Rolle spielen, allerdings sind die Populationen keinesfalls völlig isoliert voneinander. Aufgrund des klonalen Wachstums würde man ebenfalls eine hohe Differenzierung zwischen den Populationen erwarten. In F. gracilis scheint es aber keine genetisch einheitlichen Populationen zu geben. Vermutlich dienen die Kindel als Fortbestand einer Pflanze über mehrere Generationen. Die Vermehrung und das Wachstum der Populationen scheint hingegen über Samen zu funktionieren (eigene Beobachtungen von vielen Sämlingen an den Hängen des Rio Beni, Boliven). Weitere Untersuchungen mit einer größeren Menge an F. gracilis-Populationen sind notwendig, um weitere Aussagen zu der Populationsstruktur dieser Art machen zu können.

Innerhalb der F. penduliflora-Akzessionen zeigt sich eine Aufteilung in mehrere Gruppen. Insgesamt lässt sich ein Zusammenhang zwischen der Verbreitung und den populationsgenetischen Analysen herstellen (Abb. 3.18). Der durchgeführte Manteltest und

130 Phylogeographie und Populationsgenetik in Fosterella Diskussion die PCoA weisen auf "isolation by distance" hin, da die geographische und genetische Distanz eng korreliert sind. Bei dieser weitverbreiteten Art scheint der Genfluss zwischen weit entfernteren Populationen eingeschränkt zu sein. Ein ähnliches Bild zeigt sich bei Untersuchungen von Populationen von F. rusbyi. Hier zeigen Analysen mit AFLP und Mikrosatellitenmarkern ebenfalls eine starke Korrelation von geographischer und genetischer Distanz. Die einzelnen Populationen sind genetisch distinkt und zeigen kaum Vermischung (Michalak, pers. Mitteilung, Wöhrmann et al. 2012). Das topographisch diverse Verbreitungsgebiet von F. penduliflora ist neben der Entfernung ein Genfluss limitierender Faktor. Viele Populationen finden sich in andinen Trockenwäldern. Diese Trockenwälder können wie einzelne, voneinander isolierte Inseln betrachtet werden (Särkinen et al. 2012). Die feuchteren Yungas sind ebenfalls ein topographisch diverses Habitat. Allopatrische Artbildung durch genetische Isolation ist in Bromelien bereits oft beschrieben worden, u. a. auch auf den geographisch isolierten Tepuis des Guayana-Schilds (Givnish et al. 1997, Barbará et al. 2007, Palma-Silva et al. 2011). Bei der Betrachtung der genetische Struktur von Populationen hat auch die klonale Vermehrung einen wichtigen Einfluss (Zanella et al. 2011). Geringe Variabilität innerhalb und große Differenz zwischen verschiedenen Populationen, wie es z. B. innerhalb von F. rusbyi beobachtet werden konnte, könnte auf klonale Vermehrung und eine geringe Menge an Auskreuzungen zurückzuführen sein. In F. penduliflora zeigte der Manteltest ebenfalls eine starke Korrelation von genetischer und geographischer Distanz. Allerdings kann in einem gewissen Maß eine Vermischung von Populationen beobachtet werden, die auf vereinzelten Genfluss zwischen den Populationen schließen lässt. Die Isolation der verschiedenen F. penduliflora-Populationen könnte neben der Polyploidie auch für die verhältnismäßig große morphologische Diversität innerhalb dieser Art verantwortlich sein, was bereits ein Hinweis auf weitere Diversifizierungsereignisse sein könnte. Die Stammgruppe der penduliflora-Gruppe ist nach der ultrametrischen Phylogenie etwa 8,5 Millionen Jahre alt. Die Gruppe ist damit eine der ältesten innerhalb der Gattung Fosterella. Fosterella penduliflora selbst scheint um einiges jünger zu sein. Der genetische Austausch scheint innerhalb der Art über das relativ große Verbreitungsgebiet wegen geographischer Barrieren zwar eingeschränkt, aber noch möglich zu sein.

Natascha Wagner, Universität Kassel 131 Diskussion

4.5 micrantha‐Gruppe

Neben der penduliflora-Gruppe wurde die micrantha-Gruppe intensiver untersucht. Es wurden zusätzlich zu den Phylogenien ein Haplotypennetzwerk auf Basis der Chloroplasten- Daten sowie populationsgenetische Untersuchungen mithilfe von AFLPs für alle drei Arten dieser Gruppe (F. micrantha, F. villosula und F. christophii) durchgeführt.

4.5.1 Phylogenien

In der plastidären Analyse basierend auf sechs Loci ist die micrantha-Gruppe mit den drei eben genannten Arten klar monophyletisch und steht in Schwesterbeziehung zur weberbaueri- Gruppe (Abb. 3.1). F. christophii ist Schwester zu einer Polytomie aus F. villosula und F. micrantha. Dies entspricht den Ergebnissen von Rex et al. (2009). In der Untersuchung mit dem Kern-Locus NIA-i3 bilden ebenfalls alle drei Arten eine Gruppe, wenn auch in NIA-b zusätzlich eine Akzession von F. penduliflora enthalten ist. Auch hier steht F. villosula näher an F. micrantha, beide zusammen in Schwesterbeziehung zu F. christophii (Abb. 3.10). Klein (2012) fand ähnliche Ergebnisse für den nukleären single-copy Locus G3PDH. In der resultierenden Phylogenie ist die micrantha-Gruppe ebenfalls zu finden, F. villosula gruppiert allerdings mit F. christophii und F. micrantha steht in Schwesterbeziehung zu diesen beiden Arten. In der nukleären Phylogenie basierend auf PHYC bilden hingegen die meisten Akzessionen von F. christophii und F. micrantha eine Gruppe, die F. villosula-Akzessionen stehen hingegen separat. Außerdem sind alle drei Arten paraphyletisch. Die Ergebnisse aus Analysen von RPB2 zeigen, dass F. micrantha isoliert von den anderen beiden Arten steht (Klein 2012). Bei einer gattungsweiten Untersuchung auf Basis von AFLPs zeigte sich F. villosula klar monophyletisch und gut gestützt (BW 98, Rex et al. 2007). In dieser Analyse waren auch Akzessionen enthalten, die später als F. christophii beschrieben wurden. Die beiden später voneinander getrennten Arten bilden zwei distinkte Gruppen innerhalb der villosula-Gruppe J der AFLP-Analyse. Je nach untersuchtem Locus, ergeben sich offensichtlich unterschiedliche Zusammensetzungen der micrantha-Gruppe. Ein gutes Beispiel, dass die Betrachtung eines einzigen Locus keineswegs die Evolution einer untersuchten Gruppe wiedergeben muss (Doyle 1992).

132 Phylogeographie und Populationsgenetik in Fosterella Diskussion

4.5.2 Haplotypennetzwerk

Das Haplotypennetzwerk der micrantha-Gruppe (Abb. 3.7) zeigt, dass die F. christophii- Akzessionen mindestens sieben Mutationsschritte von den anderen beiden Arten getrennt sind. Innerhalb von F. christophii liegen die Akzessionen allerdings auch bis zu zehn Mutationsschritte auseinander. Interessanterweise ist die nördlich von La Paz gefundene Akzession von F. christophii genetisch nicht weit von den anderen Akzessionen (von Santa Cruz) entfernt. Ein Zeichen, dass die isolierte geographische Lage nicht unbedingt zu einer genetischen Isolation geführt hat. Die Ergebnisse vorheriger plastidärer Analysen werden in dieser Studie unterstützt (Rex 2007, Rex et al. 2009).

F. villosula ist im Haplotypennetzwerk zweigeteilt. Eine Gruppe umfasst drei Akzessionen, die andere Gruppe zwei Akzessionen. Die genetische Entfernung der beiden Gruppen ist ungewöhnlich groß. Bei den beiden etwas abseits stehenden Akzessionen NW09.012 aus La Paz, Caranavi, und NW09.024 aus Beni, José Balivian handelt es sich morphologisch um typische F. villosula-Akzessionen. NW09.024 ist insofern ungewöhnlich, dass sie in der Nähe von F. gracilis-Akzessionen am Ufer des Rio Beni in nur 200 m Höhe gefunden wurde.

Das Netzwerk ergibt den Anschein, dass F. micrantha aus F. villosula hervorgegangen ist. Dabei gab es anscheinend nicht nur ein einzelnes Ausbreitungsereignis, sondern mehrere, da nur drei der vier F. micrantha-Akzessionen auf einen einzelnen Haplotypen zurückzuführen sind. Die Zweiteilung von F. villosula könnte auch als Rückbesiedlung aus Mexico interpretiert werden. Dies ist aufgrund der großen Entfernung allerdings sehr unwahrscheinlich. Da in einem Haplotypennetzwerk immer nur die kürzesten Verbindungen zwischen den Haplotypen dargestellt werden, ist eine ggf. längere Verbindung zwischen den beiden F. villosula-Gruppen, die nicht über die F. micrantha-Akzessionen führt, ebenfalls denkbar.

4.5.3 Populationsgenetische Analysen

4.5.3.1 Artabgrenzung

Die Ergebnisse der populationsgenetischen Untersuchungen basierend auf AFLP-Daten von sechs selektiven Primerpaaren zeigen keine Separierung der drei untersuchten Arten. Die

Natascha Wagner, Universität Kassel 133 Diskussion

Trennung der Arten, wie in den plastidären Analysen, konnte also nicht bestätigt werden. F. micrantha ist ein wenig von den anderen beiden Arten getrennt, die meisten Akzessionen gruppieren zusammen (Abb. 3.19). Es zeigen sich dennoch zwei Gruppen: micrantha I und micrantha II. Beide Gruppen enthalten Akzessionen der gleichen Populationen, was eine Interpretation dieser Daten schwierig macht. Ein verwirrendes Bild zeigen F. villosula und F. christophii. Diese beiden Arten sind in allen Analysen stark durchmischt. Lediglich die Klade A, mit den Gruppen I, II und VI, ist eine reine F. villosula-Gruppe. AFLPs werden hauptsächlich für populationsgenetische Arbeiten innerhalb einer Art verwendet, aber es gibt auch eine Reihe an Beispielen, wo mit AFLPs nahe verwandte Arten untersucht wurden. So konnten mit AFLPs bereits erfolgreich nahe verwandte Arten voneinander getrennt werden, z. B. in den Gattungen Ourisia (Meudt et al. 2009), Oryza (Aggarwal et al. 1999) und Rosa (Koopman et al. 2008). Die Auflösung der AFLP-Markermethode sollte also mehr als ausreichend sein.

Die nicht vorhandene Trennung der beiden Arten weist auf einen immer noch vorhandenen starken Genfluss hin. Versuche, die vorhandenen Gruppen morphologischen Merkmalen zuzuordnen, blieben erfolglos. Allerdings kann eine geographische Zuordnung hergestellt werden (Abb. 3.20). Die Korrelation von Geographie und genetischer Gruppierung stützt die Annahme von stetigem Genfluss zwischen den Arten. Die nahe beieinander liegenden Populationen stehen unabhängig ihrer Artzugehörigkeit in regem genetischen Austausch. Die Gruppierung nach geographischer Verbreitung wurde auch in anderen Pflanzengruppen festgestellt. In Ourisia konnten beispielsweise mit AFLP- Analysen drei distinkte Linien detektiert werden, die der geographischen Verbreitung in Neuseeland entsprachen (Meudt et al. 2009). Die Trennung der BOLIVIEN Arten der micrantha-Gruppe liegt nach der ultrametrischen Phylogenie weniger als zwei

Millionen Jahre zurück. Die Ergebnisse der AFLP- Abb. 4.5 Aktuelle Fundpunkte von F. christophii (hellgrün) und F. villosula Analyse suggerieren, dass der Artbildungsprozess (dunkelgrün) in Bolivien. Gestrichelte noch nicht abgeschlossen ist bzw. keine eindeutige Linie deutet den Verlauf der Anden an, gefüllte Flächen zeigen die bekannten genetische Trennung der Arten vorliegt. Verbreitungsgebiete bei der letzten Revision (Peters 2009).

134 Phylogeographie und Populationsgenetik in Fosterella Diskussion

F. villosula wurde zunächst für eine morphologisch variable, relativ weitverbreitete Art gehalten. Bereits Ibisch et al. (2002) wiesen darauf hin, dass sich die F. villosula-Proben der sehr feuchten Regenwälder des Chapare (Cochabamba) von den Proben, die am Andenknick vorkommen, unterscheiden. Bei der Beschreibung von F. christophii spielte neben der ökologischen Abgrenzung - damals waren nur Exemplare aus dem Bereich des Andenknicks bekannt - auch die abgegrenzte, monophyletische Stellung dieser Art in der Chloroplasten- Analyse eine wichtige Rolle (Peters et al. 2008, Peters 2009). Mittlerweile sind auch F. christophii-Akzessionen aus dem Departemento La Paz bekannt (Abb. 4.5). Die morphologischen Abgrenzungsmerkmale sind fließend, so gibt es beispielsweise sowohl relativ stark behaarte, als F. christophii beschriebene Akzessionen, als auch relativ "nackte" F. villosula-Akzessionen. Eine morphologische Unterscheidung der beiden Arten ist daher schwierig.

F. micrantha ist in den Analysen mehr oder weniger von den anderen beiden Arten getrennt. Eine in allen Analysen klare, monophyletische Art F. micrantha kann jedoch nicht beobachtet werden. Neben der Ökologie und der Verbreitung in Mittelamerika war ein Abgrenzungsmerkmal von F. micrantha zu den anderen beiden Arten die "niemals roten Blätter" (Peters 2009). Bei der Sammelreise von Schütz (2011) wurden auch in Mittelamerika F. micrantha-Exemplare mit roten Blattunterseiten gefunden (Abb. 4.6). Die morphologischen Abgrenzungs- merkmale der drei Arten sind fließend und auf Basis der neueren molekularen Erkennt- nisse sollte gegebenenfalls über eine erneute Revision dieser drei Arten nachgedacht werden. Die nukleären single-copy Marker geben über die verwandt- schaftlichen Beziehungen der Arten zueinander auch keine Auskunft, da keine, jeweils einheitlich vorkommende Mono- phylie der Arten beobachtet Abb. 4.6 F. micrantha (Schütz11‐17) aus Mexico, Oaxaca, mit werden kann. roter Blattunterseite

Natascha Wagner, Universität Kassel 135 Diskussion

Kreuzungsexperimente, die mit den drei Arten der micrantha-Gruppe vor kurzem im Rahmen einer Bachelorarbeit durchgeführt worden sind, weisen darauf hin, dass die Arten in der Lage sind, zu hybridisieren. Besonders der F. christophii-Pollen zeigte sich relativ fertil. Selbstbestäubung war ebenfalls bei allen untersuchten Akzessionen erfolgreich. Es wurden bei vielen Kreuzungsexperimenten Samen produziert, die eine Keimungsrate von über 90 % zeigten (Öder, pers. Mitteilung). Auch Kreuzungen von Vertretern dieser Gruppe mit F. rusbyi waren erfolgreich. Molekulare Untersuchungen der erzeugten Hybride mit Mikrosatellitenanalysen bestätigten die Elternschaft und zeigten bei den meisten Nachkommen ein heterozygotes Bandenmuster mit jeweils dem Allel der Mutter- und der Vaterpflanze. Die Hybridisierungsfähigkeit könnte für die unterschiedliche Stellung der Akzessionen und Paraphylien dieser drei Arten in den verschiedenen Bäumen verantwortlich sein.

Trotz des allgemein für Fosterella angenommen schwachen genetischen Austauschs aufgrund der Samengröße und geringen Reichweite der Bestäuber, scheint in der micrantha-Gruppe ständiger genetischer Austausch stattzufinden. Das große Maß an Genfluss lässt sich nicht so leicht begründen, da weder in der Ausbreitungsbiologie noch in den Bestäubern eine Differenz zu anderen Fosterella-Arten festgestellt werden konnte.

4.5.3.2 Populationsstruktur

Auf Ebene der Populationen ergeben sich nur teilweise Muster. Die micrantha-Gruppen I und II sowie die insgesamt drei großen Kladen des F. villosula-christophii-Komplexes können der geographischen Verbreitung zugeordnet werden. Auffällig ist, dass auch in dieser Gruppe der Andenknick eine wichtige Rolle zu spielen scheint. Südlich des Andenknicks sind beide Arten nicht zu finden (einzige Ausnahme eine Population von F. villosula). Die Populationen dieser Region gruppieren zusammen in Klade B und sind getrennt von den übrigen Akzessionen. Bedenkt man die Beschreibung der Arten, so wurde als ein abgrenzendes Merkmal von F. christophii zu F. villosula das Vorkommen am Andenknick angeführt (Peters 2009, Abschnitt 1.3.2). Man kann jedoch nicht allein aufgrund der molekularen Daten und der Herkunft alle Akzessionen der Gruppen IV und VII F. christophii zuzuschreiben. Morphologisch sind sich die Akzessionen der darin enthaltenen Populationen tatsächlich ähnlich, wobei es Unterschiede im Grad der Behaarung gibt. Nicht zu vergessen ist, dass in Gruppe IV auch Akzessionen von NW09.012 enthalten sind, eine Population von F. villosula,

136 Phylogeographie und Populationsgenetik in Fosterella Diskussion die sich durch behaarte und dichtstehende Infloreszenzen auszeichnet und aus der Region nordöstlich von La Paz stammt. Teile dieser Population sind auch in Gruppe I und Gruppe III zu finden. Weiterhin bilden die Gruppen der Klade B kein Monophylum, allerdings sind die basalen Äste in der NJ-Analyse auch nicht gestützt. In der NJ-Analyse basierend auf drei selektiven Primerpaaren stehen die Gruppen IV und VII in Schwesterposition zueinander (Abb. 4.1). In der Kernphylogenie gruppieren die F. christophii-Akzessionen des Andenknicks ebenfalls nicht zusammen. NW09.004 und NW09.005 gruppieren nahe der villosula-Gruppe, wohingegen die in der Populationsanalyse nicht enthaltenen Akzessionen PI98.0173 und PI02.002 aus der Region des Andenknicks mit Akzessionen aus La Paz, Larecaja zusammen gruppieren. Die Region alleine macht also noch keine monophyletische Art.

Die Kladen A und C liegen geographisch beide nördlich des Andenknicks und ihre Gebiete überschneiden sich. Klade A enthält ausschließlich F. villosula-Akzessionen. Die Populationen stammen aus Cochabamba, Chapare bzw. aus La Paz, und dort aus den Provinzen Caranavi, Sud Yungas und Larecaja. Dieses Gebiet entspricht der ursprünglichen Verbreitung der an feuchte Gebiete der Chapare-Region angepassten Art F. villosula (vgl. Abb. 4.5). Die Pflanzen der Klade A besitzen dichte, behaarte Infloreszenzen (NW09.019, NW09.012, NW09.035) bzw. es liegen keine blühenden Exemplare vor (IM 124, IM 139). Die Akzession NW09.034-4 ist offenbar ein Ausreißer in dieser Gruppe.

Klade C enthält die Gruppen III und V, außerdem micrantha II. Die Populationen dieser Gruppe enthalten die nördlichsten gesammelten Akzessionen der Analyse, die morphologisch sehr gut unterscheidbar sind. Abgesehen von den F. micrantha-Akzessionen befinden sich in dieser Gruppe sowohl die F. villosula-Population NW09.024 aus Beni, José Balivian als auch die F. christophii-Akzessionen aus La Paz, Larecaja (NW09.030, NW09.034). NW09.024 ist insofern eine bemerkenswerte Population, da sie in nur 200 m über dem Meeresspiegel im feuchten Amazonaswald am Ufer des Rio Beni gefunden wurde. Morphologisch zeichnet sie sich durch eine rote Blattunterseite, eine behaarte Infloreszenz und dicht stehende Blüten aus. Sie konnte somit eindeutig als F. villosula identifiziert werden. In der Kern- und der cp- Analyse gruppiert sie mit anderen F. villosula-Akzessionen. NW09.030 und NW09.034 haben hingegen einen kaum behaarten Infloreszenzschaft, die Blüten sitzen locker und die Infloreszenz ist fast nackt. Die Zweige der Infloreszenz sind rot und ziemlich fein (Abb. 4.7). Nur NW09.030 wurde in den gattungsweiten Phylogenien untersucht, dort gruppiert sie in der

Natascha Wagner, Universität Kassel 137 Diskussion

Kernphylogenie mit weiteren F. christophii- und F. micrantha-Akzessionen zusammen und ist getrennt von den F. christophii-Akzessionen des Andenknicks (Abb. 3.11, 3.12).

Die Gruppen micrantha I und micrantha II enthalten jeweils Akzessionen der Populationen Schütz11-03, Schütz11-04 und Schütz11-05. Schütz11-03 und Schütz11-04 entstammen einem Gebiet nahe Vera Cruz, an der nördlichen Küste Mexicos. Schütz11-05 und Schütz11- 06 hingegen aus dem Landesinneren, aus Oaxaca. Schütz11-12 und Schütz11-17 kommen aus südlichen Gebieten Mexicos. Abgesehen von der Trennung in micrantha I und micratha II kann man kaum innerartliche Strukturen feststellen. Ein Zeichen für reichlich Genfluss zwischen den Populationen, obwohl sie geographisch voneinander getrennt sind. Außerdem kann auch eine junge Besiedlung eine Erklärung sein, dass geographisch voneinander getrennte Populationen genetisch nicht klar voneinander zu trennen sind.

a c e

b d f NW09.024 F. villosula NW09.030 F.christophii NW09.034 F.christophii

Abb. 4.7 Morphologische Gegenüberstellung der Populationen der Klade C; a: dichtbehaarte, eng gepackte Infloreszenz und b: Rosette der Akzession NW09.024, F. villosula; c: lockere, unbehaarte Infloreszenz und d: Rosette der Akzession NW09.030 F. christophii ; e: lockere, unbehaarte Infloreszenz und f: Rosette der Akzession NW09.034 F. christophii.

138 Phylogeographie und Populationsgenetik in Fosterella Diskussion

Probleme der Artabgrenzung

Fasst man den "villosula-christophii-Komplex" als eine Art zusammen, so erhält man eine weitverbreitete und morphologisch vielfältige Art. Diese wäre aber weder in der Kernphylogenie noch in der Chloroplastenphylogenie monophyletisch (was aber auch an mangelnder Auflösung bzw. Verwendung der „falschen Loci“ liegen kann). Die Monophylie in der Chloroplastenphylogenie wäre nur dann gegeben, wenn F. micrantha ebenfalls in diese „Art“ integriert würde. Weder die Sequenz- noch die AFLP-Analyse geben eindeutige Anhaltspunkte zur Artabgrenzung innerhalb der micrantha-Gruppe.

Offensichtlich existieren weiterhin mindestens zwei morphologische Typen (s. Abb. 4.7), die aber nicht auf nur eine Region des Verbreitungsgebiets beschränkt sind. Auch anhand ökologischer Faktoren ist keine eindeutige Abgrenzung der Arten mehr möglich, da Akzessionen von F. christophii und F. villosula kürzlich auch im jeweils anderen Gebiet gefunden wurden (vgl. Abb. 4.5). Das außerdem nicht alle Populationen klar voneinander abgegrenzt sind, sondern neben den Arten ebenfalls durcheinander gruppieren, ist ein deutliches Zeichen für genetischen Austausch zwischen den Populationen. Gegebenenfalls sind auch Hybridpopulationen im Datenset enthalten, die zu Widersprüchen in den Datensätzen führen könnten.

Weitere genetische Analysen und genaue morphologische und ökologische Beobachtungen sind notwendig, um die Arten der micrantha-Gruppe klar zu definieren. Erste Mikrosatellitenanalysen ermöglichten, die drei Arten mit spezifischen SSR-Primern genetisch zu trennen (Öder, pers. Mitteilung). Mithilfe dieser Methode könnten die in der vorliegenden Studie verwendeten Populationen untersucht und weitere Einblicke erhalten werden.

4.6 Artbildungsprozesse in Fosterella

Zusammenfassend spielt allopatrische Artbildung innerhalb der Gattung eine wichtige Rolle. Wir finden Hinweise auf allopatrische Artbildung in der albicans-Gruppe, die sich in den Yungas diversifiziert hat, sowie in den azonalen Standorten des Brasilianischen Schilds, wo es nach einem Ausbreitungsereignis aus den Anden eine Diversifizierung innerhalb der rusbyi-Gruppe gab (windischii-vasquezii-yuvinkae-hatschbachii). Weiterhin weisen SSR- und AFLP-Daten von Populationen von F. rusbyi auf eine enge Korrelation von genetischer und

Natascha Wagner, Universität Kassel 139 Diskussion geographischer Distanz hin. Ein ähnliches Bild zeigt sich für F. penduliflora. Neben der Diversität der oft "inselartigen" Habitate, sind die kleinen, nicht flugfähigen Samen und die geringe Reichweite der Bestäuber als Gründe für den mangelnden Genfluss zu sehen.

Neben allopatrischer Artbildung hatten offensichtlich Polyploidisierungsprozesse einen Einfluss auf die Evolution der Arten, Beispiele sind Hybride zwischen F. penduliflora x F. albicans, sowie der polyploide Status von F. penduliflora (4x, 6x), F. hatschbachii (4x), F. yuvinkae (4x, 6x) und F. floridensis (2x, 6x).

Die Artbildungsprozesse innerhalb der micrantha-Gruppe konnten nicht geklärt werden. Es herrscht offensichtlich reichlich Genfluss zwischen den Arten. Nur das Fernausbreitungsereignis nach Mittelamerika kann als ein Faktor für die Artabgrenzung angesehen werden. Dieses Ereignis liegt erst etwa 1,2 Mio. Jahre zurück. Das könnte ein Grund dafür sein, dass F. micrantha genetisch und morphologisch nicht deutlich von F. villosula und F. christophii zu trennen ist.

140 Phylogeographie und Populationsgenetik in Fosterella Zusammenfassung

5 Zusammenfassung

Die Gattung Fosterella ‐ Evolution in Raum und Zeit

Die tropischen Anden sind eines der artenreichsten Gebiete der Erde. Fast die Hälfte der 45.000 in diesem Gebiet vorkommenden Gefäßpflanzenarten sind in den Anden endemisch (Myers et al. 2000). Die Gattung Fosterella (Bromeliaceae) ist eine den Anden zugeordnete Pflanzengruppe, denn die meisten ihrer 31 Arten kommen in den Anden vor. Achtzehn Arten sind kleinräumige Endemiten. Fosterella hat damit Modellcharakter für diese Region. In der vorliegenden Arbeit wurde die Evolution der Gattung in Raum und Zeit mithilfe der vergleichenden Sequenzierung von sechs plastidären Loci (atpB-rbcL, matK, psbB-psbH, rpl32-trnL, rps16-trnK, rps16-Intron) und einem nukleären Marker (PHYC) untersucht. Es wurden über 90 Akzessionen von 24 Fosterella-Arten untersucht. Mit 5,6 % informativer Merkmale innerhalb der Gattung war rpl32-trnL der informativste Chloroplastenmarker. Es wurden mit den kombinierten Sequenzdaten eine Maximum Parsimony-, eine Maximum Likelihood- und eine Bayes´sche Analyse berechnet. Weiterhin wurden biogeographische und ultrametrische Untersuchungen durchgeführt. Die 6-Locus-Phylogenie zeigt eine Aufteilung der monophyletischen Gattung Fosterella in sechs Gruppen, von denen vier – die penduliflora-, weddelliana-, weberbaueri- und micrantha-Gruppe - klar monophyletisch und gut gestützt sind. Die albicans- und die rusbyi-Gruppe bilden hingegen einen Komplex. Ultrametrische Analysen legen ein Alter der Gattung von ca. 9,6 Mio. Jahren nahe. Der geographische Ursprung von Fosterella befindet sich nach den vorliegenden biogeographischen Analysen in den Anden und nach der Biom-Analyse zu gleicher Wahrscheinlichkeit entweder in andinen Trockenwäldern (seasonally dry tropical forests, SDTFs) oder in azonalen Standorten des amazonischen Tieflands östlich der Anden. Es gab mehrere Ausbreitungsereignisse, von denen die beiden Fernausbreitungsereignisse nach Mittelamerika (F. micrantha) und in das zentrale Amazonasgebiet (F. batistana) die auffälligsten sind. Die feuchten Bergregenwälder (Yungas) der Anden wurden offenbar mehrfach unabhängig von Fosterella-Arten besiedelt.

Natascha Wagner, Universität Kassel 141 Zusammenfassung

Etablierung nukleärer single‐copy Marker

Insgesamt wurden elf nukleäre Marker (XDH, GS, RPB2, MS, ADH, MS, GLO/PI, CHS, FLO/LFY, NIAi3 und PHYC) auf ihre Anwendbarkeit für molekularsystematische Studien in Fosterella getestet. Davon konnten acht Marker erfolgreich mithilfe einer PCR amplifiziert werden. Die Fragmentgrößen lagen zwischen 350 bp und 1.500 bp. Nur für drei Loci (FLO/LFY, NIAi3 und PHYC) konnten lesbare DNA-Sequenzen in Fosterella erzeugt werden. FLO/LFY zeigte nur 1,5 % Variabilität innerhalb der Gattung. Der NIA-Locus erzeugte bei der Amplifikation mehrere Fragmente, die separat voneinander sequenziert wurden. NIA-a konnte für acht Fosterella-Proben sequenziert werden und zeigte 9,8 % informative Merkmale. NIA-b zeigte für 24 Proben 14,8 % informative Merkmale. Bei NIA ergaben sich jedoch Schwierigkeiten in der Amplifikation und Sequenzierung weiterer Proben. Der Locus PHYC konnte hingegen aufgrund der guten Amplifizier- und Sequenzierbarkeit für das gesamte Probenset sequenziert werden. Dieser Marker zeigte eine Variabilität innerhalb der Gattung von 10,2 %, davon waren 6,8 % informativ. In der Phylogenie basierend auf PHYC ist Fosterella klar monophyletisch, innerhalb der Gattung zeigt sich jedoch an der Basis eine unaufgelöste Polytomie. Es lassen sich neun mehr oder weniger gut gestützte Artengruppen definieren – rusbyi-, villosula-, albicans-, weddelliana-, penduliflora-, weberbaueri-, micrantha-, robertreadii- und spectabilis-Gruppe - die sich in ihrer Zusammensetzung mit Ausnahme der weddelliana-Gruppe von den nach Chloroplastendaten definierten Gruppen unterscheiden. Viele Arten sind para- oder polyphyletisch, so z. B. F. albicans, F. penduliflora und F. rusbyi. Bei den beiden erstgenannten Arten weisen die unterschiedlichen Stellungen in Chloroplasten- und Kernphylogenie auf Hybridisierungsereignisse hin.

Populationsstruktur der penduliflora‐ und micrantha‐Gruppe

Zwei der im Rahmen der Chloroplastenphylogenie definierten Artengruppen, die penduliflora- und die micrantha-Gruppe, wurden in der vorliegenden Arbeit detaillierter untersucht. Diese zwei Artengruppen umfassen jeweils eine oder zwei weitverbreitete Arten und eine seltene Art mit kleinem Verbreitungsgebiet. Neben Haplotypennetzwerken basierend auf den plastidären Markern wurden dazu AFLP-Marker (amplified fragment length polymorphisms) eingesetzt. Mit den aus sechs selektiven Primerkombinationen resultierenden

142 Phylogeographie und Populationsgenetik in Fosterella Zusammenfassung

AFLP-Daten wurden NeighbourNet-Netzwerke berechnet sowie Neighbour Joining-, Structure-, AMOVA- und PCo-Analysen durchgeführt.

Die Haplotypennetzwerke der penduliflora-Gruppe zeigen ebenso wie die AFLP-Analysen für 76 Individuen aus 11 Populationen der beiden Arten F. penduliflora und F. gracilis eine starke Korrelation von geographischer Verbreitung und genetischer Distanz. Beide Arten sind in allen Analysen distinkt. Chromosomenzählungen bzw. durchflusszytometrische Untersuchungen zeigten, dass F. gracilis diploid und F. penduliflora tetra- oder hexaploid ist. Die Ergebnisse weisen auf genetische Isolation durch Polyploidisierung und auf "isolation by distance" als hauptsächliche Artbildungsmechanismen innerhalb von F. penduliflora hin. Außerdem scheint F. penduliflora Hybridisierungsereignisse durchlaufen zu haben, wie der Vergleich von Kern- und Chloroplasten-DNA zeigen.

In der micrantha-Gruppe zeigt das Chloroplasten-Haplotypennetzwerk eine deutliche Trennung von F. christophii gegenüber F. micrantha und F. villosula. Die Topologie des Netzwerks zeigt, dass die F. micrantha-Akzessionen nicht auf einen einzigen Haplotyp zurückgehen und offenbar aus F. villosula hervorgegangen sind. Die AFLP-Analysen von insgesamt 21 Populationen und 109 Individuen der drei Arten zeigten eine relativ deutliche Abgrenzung der F. micrantha-Akzessionen von den restlichen Proben. Die beiden bolivianischen Arten F. villosula und F. christophii lassen sich hingegen nicht eindeutig voneinander trennen und auch die Individuen der einzelnen Populationen gruppieren nicht zusammen. Die AFLP-Ergebnisse weisen demnach auf intensiven Genfluss zwischen den Arten hin.

Artbildungsprozesse

Zusammenfassend spielt allopatrische Artbildung innerhalb der Gattung Fosterella eine wichtige Rolle. Wir finden Hinweise auf allopatrische Artbildung in der albicans-Gruppe, die sich als einzige der sechs Gruppen in den Yungas diversifiziert hat, sowie in den azonalen Standorten des Brasilianischen Schilds, wo es nach einem singulären Ausbreitungsereignis aus den Anden zu einer Diversifizierung innerhalb der rusbyi-Gruppe kam (F. windischii, F. vasquezii, F. yuvinkae und F. hatschbachii). Auch in anderen Arbeiten erhaltene Mikrosatelliten- und AFLP-Daten von Populationen von F. rusbyi weisen auf eine enge Korrelation von genetischer und geographischer Distanz hin, ein ähnliches Bild zeigt sich für

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F. penduliflora. Vermutlich ist die geographische Distanz zwischen den "inselartigen" Habitaten für die kleinen, kaum flugfähigen Samen nur schwierig zu überbrücken und auch die geringe Reichweite der Bestäuber dürfte für den mangelnden Genfluss mitverantwortlich sein.

Neben allopatrischer Artbildung hatten offensichtlich auch Polyploidisierungsprozesse einen Einfluss auf die Evolution der Arten, Beispiele sind Hybride zwischen F. penduliflora x F. albicans, sowie der polyploide Status von F. penduliflora (4x, 6x), F. hatschbachii (4x), F. yuvinkae (4x, 6x) und F. floridensis (2x, 6x).

Ausblick

In der vorliegenden Arbeit wurde erstmals ein nukleärer single-copy Marker für die Gattung Fosterella verwendet. Die geringe Auflösung der resultierenden Phylogenie könnte durch die Etablierung und Verwendung weiterer Kernmarker verbessert werden. Die gezeigten Widersprüche in den Datensätzen von Chloroplasten- und Kern-DNA könnten ebenfalls durch die Sequenzierung weiterer Kern-DNA-Abschnitte beleuchtet werden, um damit ein umfassenderes Bild der Evolution der Gattung zu erhalten. Weiterhin sollte versucht werden, die sieben bislang nicht berücksichtigten Arten von Fosterella in die Analysen zu integrieren.

Die vorliegenden Analysen zeigen, dass die dominierenden Artbildungsmechanismen innerhalb der Gattung Fosterella zwischen den sechs Artengruppen verschieden sein können. Molekularsystematische und populationsgenetische Untersuchungen der vier verbleibenden Gruppen (rusbyi-, albicans-, weddelliana- und weberbaueri-Gruppe) könnten weitere hilfreiche Hinweise auf die Entstehung von Arten im andinen Raum geben. Neben den verwendeten molekularen Methoden (vergleichenden Sequenzierung und AFLPs) bieten Mikrosatellitenanalysen ein weiteres wertvolles Werkzeug für die Untersuchung der Gattung und einzelner Gruppen.

Neben den molekularen Methoden sollten auch morphologische, ökologische und karyologische Untersuchungen durchgeführt werden. So können z. B. Untersuchungen der Bestäubung und Samenausbreitung oder des Kreuzungsverhaltens sowie Chromosomen- zählungen und durchflusszytometrische Analysen wertvolle Hinweise auf Artentstehung und Artabgrenzung innerhalb der Gattung geben.

144 Phylogeographie und Populationsgenetik in Fosterella Zusammenfassung

Summary

Spatio‐temporal evolution of Fosterella

The tropical Andes constitute as one of the most important biodiversity hotspots on Earth. They harbour approximately 45,000 vascular plant species and almost 50 % of them are endemic to this region (Myers et al., 2000). The genus Fosterella (Bromeliaceae) comprises 31 species and is characterized by a high degree of endemism. It has its centre of diversity in the Central Andes (24 species). Thus, Fosterella constitutes a suitable model system for study of the spatio-temporal evolution of a Central Andean plant group. The aim of this study was to reconstruct the spatio-temporal evolution of Fosterella (Bromeliaceae) based on comparative sequencing of six plastid loci (atpB-rbcL, matK, psbB-psbH, rpl32-trnL, rps16- trnK, rps16-intron) and one nuclear marker (PHYC) including more than 90 accessions of 24 Fosterella species. The most informative plastid marker (rpl32-trnL) shows 5.6 % informative characters within the genus. Phylogenetic relationships within Fosterella were inferred based on the combined six plastid DNA regions. Parsimony and likelihood methods, a Bayesian relaxed molecular clock and ancestral area reconstructions were used. All trees corroborate the division of Fosterella into six major lineages, the penduliflora-, weddelliana-, weberbaueri-, micrantha-, rusbyi- and albicans-group. The monophyly of Fosterella is highly supported. The origin of Fosterella was placed in the late Miocene (c. 9.6 Ma) in the Andes. SDTF (seasonally dry tropical forests) and azonal lowland sites were inferred as the most likely ancestral habitats. The Yungas were colonized several times independently. Two recent long-distance dispersals to Central America (F. micrantha) and to Amazonia (F. batistana) were inferred.

Nuclear single‐copy loci

Eleven nuclear low- and single-copy loci were tested for phylogenetic use in Fosterella (XDH, GS, RPB2, MS, ADH, MS, GLO/PI, CHS, FLO/LFY, NIAi3 and PHYC). Eight loci could be amplified yielding fragments between 350 and 1,500 bp length. Only three loci (FLO/LFY, NIAi3 and PHYC) were succesfully sequenced for Fosterella. FLO/LFY showed only 1.5 % variation, whereas NIA, sequenced in two parts, showed 9.8 % informative sites for NIA-a, including eight accessions, and 14.8 % for NIA-b, including 24 accessions. Only PHYC could be sequenced for the whole sampling set. It showed 10.2 % variation within the Natascha Wagner, Universität Kassel 145 Zusammenfassung genus, including 6.8 % parsimony-informative characters. The resulting phylogeny supports the monophyly of Fosterella. Nine species groups could be identified (rusbyi-, villosula-, albicans-, weddelliana-, penduliflora-, weberbaueri-, micrantha-, robertreadii- and spectabilis-group), which were arranged in a basal polytomy. Compared to the plastid phylogeny the groups differ in species configuration and relation. Many species are para- or polyphyletic, e.g. F. albicans and F. penduliflora. Hybridisation between these two species could be one reason to explain the arrangement in the phylogeny.

Population structure in the penduliflora‐ and micrantha‐group

Two of the defined species groups, the penduliflora- and micrantha-group were analysed in more detail. Both groups each contain one or two wide spread species and one narrow endemic. Next to haplotype networks based on plastid sequence data the population samples were subjected to AFLP-Analyses (amplified fragment length polymorphisms). Based on six specific primer combinations, a NeighbourNet-, NeighbourJoining-, Structure-, AMOVA, and a PCo-Analysis were performed.

The haplotype network and the results of the AFLP-Analyses of the penduliflora-group including 76 individuals of 11 populations show a strong correlation between geographic and genetic distance. Both species are clearly distinct. Chromosome counting and flow cytometry reveal that F. gracilis is diploid, whereas F. penduliflora is tetra- or hexaploid. Polyploidisation and isolation by distance probably lead to genetic isolation and may be responsible for speciation processes within F. penduliflora. Additionaly hybridisation events could play a role.

Within the micrantha-group the haplotype network showed F. christophii clearly seperated from F. micrantha and F. villosula. Furthermore F. micrantha did not originate from one single haplotype but evolved from within F. villosula. The results of the AFLP analysis of the three species (21 populations and 109 accessions) suggested a separation of F. micrantha. The two Bolivian species F. villosula and F. christophii were intermixed. Even the individuals of the populations did not group together. The AFLP results indicate a high amount of gene flow within and among populations.

146 Phylogeographie und Populationsgenetik in Fosterella Zusammenfassung

Speciation mechanisms

Allopatric speciation seem to be one of the main drivers for speciation within the genus Fosterella, e.g. within the albicans-group, which radiated and diversified in the topographic diverse region of the Yungas. Another example is the diversification of the members of the rusbyi-group (F. windischii, F. vasquezii, F. yuvinkae und F. hatschbachii) after a single dispersal event into the outcrops of the Brasilian Shield. Additionaly results of other studies in F. rusbyi based on SSR- and AFLP-data suggest a strong correlation between genetic and geographic distance as observed in F. penduliflora. Presumably the geographic distance between the “island-like” habitats combined with the small seeds and the short range of pollinators are responsible for the lack of gene flow.

Next to allopatric speciation hybridisation events and polyploidisation might have played a role in the evolution of Fosterella species. Examples are the observed hybrids between F. penduliflora x F. albicans and the polyploidy of F. penduliflora (4x, 6x), F. hatschbachii (4x), F. yuvinkae (4x, 6x) and F. floridensis (2x, 6x).

Outlook

Various kinds of speciation processes took place - and still take place - in the different subgeneric groups of Fosterella investigated so far. Further investigations focussing on the other four subgeneric groups are required to obtain a clearer picture of the complex evolutionary processes within the genus. Other nuclear markers should be established and compared to the plastid data to clarify the relationships within the genus. Additionally, morphological, ecological and karyological investigations as well as crossing experiments and observations of pollinator-plant interactions should be performed to get further insights in speciation processes within Fosterella.

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148 Phylogeographie und Populationsgenetik in Fosterella Literaturverzeichnis

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160 Phylogeographie und Populationsgenetik in Fosterella Abbildungsverzeichnis

7 Abbildungsverzeichnis

Wenn nicht anders gekennzeichnet stammen die verwendeten Fotos und Abbildungen von Natascha Wagner

Abb. 1.1 Verbreitungsgebiet der Bomeliaceae ...... 3

Abb. 1.2 Stellung der Ordnung Poales innerhalb der Gefäßpflanzen (a) und der Bromeliaceae innerhalb der Poales (b); (c) die acht Unterfamilien der Bromeliaceae (nach Givnish et al. 2007, 2011); (d) Verwandtschafts- beziehungen innerhalb der Pitcairnioideae (nach Schütz 2012) ...... 4

Abb. 1.3 Verbreitungsgebiet der Gattung Fosterella ...... 6

Abb. 1.4 Vergleich der intragenetischen Beziehungen innerhalb von Fosterella. Links: Ergebnisse der AFLP-Analyse, rechts: Chloroplastenphylogenie basierend auf vier plastidären Markern (nach Rex et al. 2009)...... 9

Abb. 1.5 Fosterella penduliflora a) typischer Standort, b) Blüte mit zurückgebogenen Petalen, c) Infloreszenz, d, e) Rosette, f) Infloreszenz mit Brakteen vor der Blüte, g) Kapseln, h) Trichome auf der Blattunterseite ...... 12

Abb. 1.6 Fosterella gracilis a) Standort, b) Blüte mit gebogenen Petalen, c) Infloreszenz mit Ameise, d) Rosette, e) Population am steinigen Ufer des Rio Beni, f) Infloreszenz mit seitlichem heraushängendem Griffel, g) Kindel, h) Trichome auf der Blattunterseite ...... 13

Abb. 1.7 Vergleich von Blüte, Rosette, Infloreszenz, Standort und Habitat von F. villosula (a-e), F. christophii (f-j) und F. micrantha (k-o)...... 16

Abb. 2.1 Geographische Kodierung des rezenten Verbreitungsgebiets von Fosterella für die biogeographischen Analysen ...... 46

Abb. 3.1 50% Majority-Rule-Konsensusbaum der Maximum Parsimonie-Analyse basierend auf den kombinierten Sequenzdaten der sechs Chloroplastenloci atpB-rbcL, psbB-psbB, matK, rpl32-trnL, rps16-trnK und rps16-Intron für 99 Taxa, davon 90 Fosterella-Akzessionen (24 Arten)...... 62

Abb. 3.2 Resultierender Baum der Bayes´schen Analyse basierend auf den kombinierten Sequenzdaten der sechs Chloroplastenloci atpB-rbcL, psbB-psbB, matK, rpl32-trnL, rps16-trnK und rps16-Intron für 99 Taxa, davon 90 Fosterella- Akzessionen (24 Arten) ...... 63

Abb. 3.3 Ultrametrischer Baum der Gattung Fosterella basierend auf der Bayes´schen Analyse der sechs kombinierten plastidären Loci nach Wagner & Silvestro et al. (im Druck)...... 64

Natascha Wagner, Universität Kassel 161 Abbildungsverzeichnis

Abb. 3.4 Biogeographie-Analysen für Fosterella: Gegenüberstellung der likelihood- basierten Geographie-Analyse und der parsimonie-bezogenen Biomanalyse. Nach Wagner & Silvestro et al. (im Druck) ...... 66

Abb. 3.5 Haplotypennetzwerk der F. penduliflora-Gruppe basierend auf den Sequenzdaten von sechs plastidären Markern. Es zeigt eine klare Trennung von F. gracilis und F. penduliflora ...... 68

Abb. 3.6 Haplotypennetzwerk basierend auf den plastidären Sequenzdaten von sechs Chloroplasten-Loci für die F. penduliflora-Gruppe. Das Netzwerk wurde mit der Geographie und den Funddaten in Beziehung gesetzt. Die Akzessionen von F. penduliflora lassen sich bezogen auf ihre Fundorte in drei Gruppen einteilen. Die „südliche Gruppe“ (violett) an der Grenze zu Argentinien (südlich des Andenknicks), die „zentrale Gruppe“ der Yungas und des Andenknicks (grün) und die „östliche Gruppe“ in den flacheren Gebieten Boliviens (orange) ...... 69

Abb. 3.7 Haplotypennetzwerk der F. micrantha-Gruppe basierend auf den Sequenzdaten von sechs plastidären Loci. F. christophii (grün) ist klar von einem Komplex aus F. micrantha (gelb) und F. villosula (dunkelgrün) getrennt. Die Akzessionen von F. micrantha aus Mittelamerika gehen nicht auf einen gemeinsamen Haplotypen zurück...... 70

Abb. 3.8 Agarose-Gelbild des Markers NIA-i3 ...... 75

Abb. 3.9 Ungewurzelter 50 % Majority-Rule-Konsensusbaum der Maximum Parsimonie-Analyse des Locus NIA-a für acht Taxa der Gattung Fosterella. .77

Abb. 3.10 50 % Majority-Rule-Konsensusbaum der Maximum Parsimonie-Analyse basierend auf Sequenzen von 24 Fosterella-Akzessionen des nukleären Marker NIA-b...... 78

Abb. 3.11 50 % Majority-Rule-Konsensusbaum der Maximum Parsimonie-Analyse basierend auf dem nukleären single-copy Marker PHYC für 116 Taxa ...... 79

Abb. 3.12 Ergebnis der Bayes´schen Analyse basierend auf 116 Sequenzen des nukleären single-copy Markers PHYC ...... 80

Abb. 3.13 Neighbour Joining-Analyse der penduliflora-Gruppe basierend auf den AFLP- Daten von sechs Primerkombinationen...... 86

Abb. 3.14 Fundpunkte der untersuchten Populationen der penduliflora-Gruppe. F. penduliflora (grün), F. gracilis (gelb)...... 87

Abb. 3.15 NeighbourNet der penduliflora-Gruppe, basierend auf 948 Allelen resultierend aus sechs Primerkombinationen für 76 Individuen aus acht F. penduliflora- Populationen (grün) und drei F. gracilis-Populationen (gelb) ...... 87

Abb. 3.16 Ergebnis der Structure-Analyse des AFLP-Datensatzes basierend auf sechs Primerkombinationen für 76 Individuen aus acht Populationen von F. penduliflora (26 bis 76) und drei Populationen von F. gracilis (1-25)...... 88

162 Phylogeographie und Populationsgenetik in Fosterella Abbildungsverzeichnis

Abb. 3.17 Dargestellte Ergebnisse der PCo-Analyse der penduliflora-Gruppe basierend auf sechs selektiven Primerkombinationen der AFLP-Daten (oben 2D, unten 3D) Die Gruppen I-VI entsprechen der Gruppierung der NJ-Analyse (s. Abb. 3.13)...... 91

Abb. 3.18 Vergleich des NeighbourNet-Netzwerkes mit den Aufsammlungsorten der Populationen der F. penduliflora-Gruppe...... 92

Abb. 3.19 Neighbour Joining-Analyse basierend auf AFLP-Daten von sechs Primer- kombinationen für 21 Populationen (109) Taxa der micrantha-Gruppe ...... 96

Abb. 3.20 NeighbourNet der micrantha-Gruppe basierend auf sechs selektiven Primerkombinationen. Karte mit den Aufsammlungspunkten der Populationen von F. christophii und F. villosula...... 98

Abb. 3.21 Ergebnisse der Structure-Analyse der micrantha-Gruppe basierend auf sechs selektiven Primer-Kombinationen für K=11 genetische Cluster...... 99

Abb. 3.22 PCo-Analyse der micrantha-Gruppe basierend auf den AFLP-Daten von sechs selektiven Primerkombinationen. F. micrantha ist etwas separiert von den anderen beiden Arten, die sich nicht in zwei distinkte Gruppen aufteilen ..... 100

Abb. 3.23 Aufsammlungsorte der Populationsproben der micrantha-Gruppe in Mexico und Bolivien...... 101

Abb. 4.1 Gegenüberstellung der Neighbour Joining-Phylogenien basierend auf drei selektiven Primerpaaren (links) und sechs selektiven Primerpaaren (rechts) der micrantha-Gruppe...... 112

Abb. 4.2 Gegenüberstellung der 50 % Majority-Rule-Konsensusbäume der Maximum Parsimonie-Analyse basierend auf dem nukleären Marker PHYC (links) und der kombinierten Chloroplasten-Analyse (rechts) ...... 120

Abb. 4.3 Überlappendes Verbreitungsgebiet von F. albicans und F. penduliflora...... 126

Abb. 4.4 Chromosomenzählungen an F. penduliflora, Material: Wurzelspitzen. (Abb. Benko Issepon, unveröffentlicht)...... 127

Abb. 4.5 Fundpunkte von F. christophii (hellgrün) und F. villosula (dunkelgrün) in Bolivien. Gestrichelte Linie deutet den Verlauf der Anden an, gefüllte Flächen die bekannten Verbreitungsgebiete bei der letzten Revision (Peters 2009).... 134

Abb. 4.6 F. micrantha (Schütz 11-17) aus Mexico, Oaxaca, mit roter Blattunterseite (Foto von N. Schütz)...... 135

Abb. 4.7 Morphologische Gegenüberstellung der Populationen der Klade B; a: dichtbehaarte, eng gepackte Infloreszenz und b: Rosette der Akzession NW09.024 F. villosula, c: lockere, unbehaarte Infloreszenz, d: Rosette der Akzession NW09.030 F. christophii und e: lockere, unbehaarte Infloreszenz, f: Rosette der Akzession NW09.034 F. christophii...... 138

Natascha Wagner, Universität Kassel 163

164 Phylogeographie und Populationsgenetik in Fosterella Tabellenverzeichnis

8 Tabellenverzeichnis

Tabelle 2.1 Verwendetes Pflanzenmaterial für vergleichende Sequenzierung ...... 21

Tabelle 2.2 Einteilung und Benennung der Populationen für die populationsgenetischen Analysen sowie Koordinaten der Funddaten ...... 25

Tabelle 2.3 Sequenzen der verwendeten Sequenzierprimer ...... 32

Tabelle 2.4 Liste aller getesteter cpDNA-Regionen und Primerkombinationen ...... 34

Tabelle 2.5 Liste der verwendeten Primerkombinationen ...... 35

Tabelle 2.6 Zusammensetzung der PCR-Ansätze für die Amplifikation plastidärer Loci . 36

Tabelle 2.7 Übersicht der Primersequenzen der getesteten nukleären Loci ...... 37

Tabelle 2.8 Endkonzentrationen der PCR-Ansätze für die Amplifikation der nukleären Loci ...... 39

Tabelle 2.9 Reaktionsansatz für die Amplifikation von PHYC ...... 40

Tabelle 2.10 Reaktionsansatz für die Restriktion/Ligation im Rahmen der AFLP-Analyse 49

Tabelle 2.11 Reaktionsansatz für die Präamplifikation im Rahmen der AFLP-Analyse .... 49

Tabelle 2.12 Sequenzen der verwendeten Primer und Adapter...... 50

Tabelle 2.13 Kombination der selektiven Primerpaare für die AFLP-Analysen...... 50

Tabelle 2.14 Reaktionsansatz für die selektive Amplifikation im Rahmen der AFLP- Analyse ...... 51

Tabelle 3.1 Vergleich der 12 getesteten Chloroplasten-Loci, Amplifizierbarkeit und Fragmentlänge ...... 57

Tabelle 3.2 Sequenzstatistiken der sechs Chloroplasten-Loci ...... 59

Tabelle 3.3 Übersicht der Ergebnisse des Tests auf Amplifizierbarkeit und Sequenzier- barkeit der elf getesteten nukleären Marker mit Hinweisen auf die Qualität, Lesbarkeit und Länge der Fragmente ...... 72

Tabelle 3.4 Sequenzstatistik der sequenzierten nukleären Marker ...... 74

Tabelle 3.5 Auflistung der Fosterella-Proben, für die die NIA-Fragmente NIA-a, NIA-b und NIA-c erfolgreich sequenziert werden konnten ...... 75

Tabelle 3.6 Ergebnisse der AMOVA jeweils für die Analyse von sechs Primer- kombinationen für die penduliflora- und die micrantha-Gruppe ...... 85

Natascha Wagner, Universität Kassel 165

166 Phylogeographie und Populationsgenetik in Fosterella Abkürzungsverzeichnis

9 Abkürzungsverzeichnis

aff. affinis (lat., ähnlich mit, eng verwandt mit (aber nicht identisch)) AIC Akaike information criterion, Akaikes Informationskriterium A Adenin A. bidest zweifach destilliertes Wasser Abb. Abbildung AFLP Amplified Fragment Length Polymorphisms APS Ammoniumpersulfat BW Bootstrap-Wert bp Basenpaare BSA Rinder-Serumalbumin CAM Crassulacean acid metabolism CI ensemble consistency index, Konsistenzindex C Cytosin cm Zentimeter cp- Chloroplasten- CTAB Cetyltrimethylammoniumbromid ddNTP Didesoxy-Nukleotidtriphosphat, N = A, C, G, T DNA Desoxyribonukleinsäure dNTP Desoxy-Nukleotidtriphosphat, N = A, C, G, T EDTA Ethylendiamintetraessigsäure-Dinatrium-Salz et al. und andere fwd forward, vorwärts +G Gamma-Verteilung (bei Substitutionsmodellen) GTR general time reversible G Guanin HI homoplasy index, Homoplasieindex HKY Substitutionsmodell nach Hasegawa, Kushino & Yano +I invariant sites (bei Substitutionsmodellen) ITS internal transcribed spacer Indels Insertions-/ Deletionsereignisse kb Kilobasen λ−DNA Lambda-DNA

Natascha Wagner, Universität Kassel 167 MCMC Markov Chain Monte Carlo

MgCl2 Magnesiumchlorid ML Maximum Likelihood MP Maximum Parsimony NJ Neighbour Joining PIC potentially parsimony-informative character PP posterior probability PVP Polyvinylpyrrolidon PAA Polyacrylamid PCR Polymerase Chain Reaction – Polymerasekettenreaktion PRK Phosphoribulokinase rDNA ribosomale DNA rev reverse, rückwärts RI retention index, Retentionsindex RNA Ribonukleinsäure rpm rounds per minute, Umdrehungen pro Minute s. n. sine nomine (lat., ohne Namen) SSR simple sequence repeat, Mikrosatellit SDTF seasonally dry tropical forests – saisonale tropische Trockenwälder s.str. sensu stricto (im engeren Sinn) spec. Species TBR tree bisection and reconnection Tris Tris(hydroxymethyl)-aminomethan tRNA Transfer-RNA T Thymin Tab. Tabelle Taq Thermus aquaticus TBE Tris-Borat-EDTA TE Tris-EDTA U Unit UV Ultraviolett var. varietas (lat., Varietät) v/v volume per volume, Volumen pro Gesamtvolumen w/v weight per volume, Gewicht pro Gesamtvolumen

168 Phylogeographie und Populationsgenetik in Fosterella Anhang

10 Anhang

a b c

d e f

g h i

Anhang 1: Blütenformen bei Fosterella. a) F. penduliflora; b) F.gracilis; c) F. christophii; d)+f) F. floridensis; e) F. spectabilis; g) F. cf. rexiae; h) F. albicans; i) F. rusbyi. In der ersten Zeile befinden sich Blüten mit leicht zurückgebogenen Petalen. Auf Abbildung (b) wird die einzige gelblütige Fosterella gezeigt, F. gracilis. In der zweiten Zeile sieht man langgestreckte Blüten mit nur an der Spitze ein wenig gebogenen Petalen. Fosterella spectabilis (e) ist mit ihren großen roten Blüten eine Besonderheit innerhalb der Gattung. In der untersten Zeile sieht man uhrfederartig aufgerollte Petalen, wie sie innerhalb der Gattung am häufigsten zu finden sind.

Fotos: Jule Peters; Natascha Wagner

Natascha Wagner, Universität Kassel 169 Anhang 16 intron 16 rps H psb B- psb L rbc B- HQ167751HQ167752 HQ167795 HQ167796 HQ167900 HQ167901 atp EF639778EF639775EF639732 EF643067 EF643064 EF643021 EF643168 EF643165 EF643122 EF639758 EF643047 EF643148 K gene EU681843 EF639772 EF643061 EF643162 EU681838EU681846 EF639783 EF639774 EF643072 EF643063 EF643173 EF643164 HQ167771 HQ167749 HQ167793 HQ167898 HQ167772 HQ167750 HQ167794 HQ167899 HQ167787 HQ167765 HQ167809 HQ167914 HQ167788HQ167789 HQ167766 HQ167767 HQ167810 HQ167811 HQ167915 HQ167916 EU681859 EF639736 EF643025 EF643126 EU681840EU681863HQ167773 EF639763HQ167774 EF639756 EF643052 EF643045 EF643153 EF643146 mat EU681919 EF639759 EF643048 EF643149 EU681864 EF639733 EF643022 EF643123 EU681865EU681869EU681914 EF639741EU681872 EF639734 EF639782 EF643030 EF639753 EF643023 EF643071 EF643131 EF643042 EF643124 EF643172 EF643143 HQ167775 HQ167753 HQ167797 HQ167902 HQ167776HQ167792 HQ167754 HQ167770 HQ167798 HQ167814 HQ167903 HQ167919 HQ167777 HQ167755 HQ167799 HQ167904 HQ167778 HQ167756 HQ167800 HQ167905 EU681844EU681912EU681848 EF639785EU681847 EF639779 EF639780 EF643074 EF639749 EF643068 EF643069 EF643175 EF643038 EF643169 EF643170 EF643139 HQ167779 HQ167757 HQ167801 HQ167906 HQ167780 HQ167758 HQ167802 HQ167907 EU681876 EU681878 EU681923 EU681917 EF639776 EF643065 EF643166 HQ167790EU681849 HQ167768EU681918 EU681860 EF639757 HQ167812EU681862EU681868 EF639739 EF643046 HQ167917 EU681866 EF639738EU681874 EF639764 EF643028 EF643147 EU681867 EF639754 EF643027EU681871 EF639768 EF643053 EF643129 EU681873 EF639765 EF643043 EF643128 EF639767 EF643057 EF643154 EF639752 EF643054 EF643144 EF643056 EF643158 EF643041 EF643155 EF643157 EF643142 EU681870 EF639760 EF643049 EF643150 K trn 16- HQ167942 HQ167952 HQ167944 HQ167972 HQ167973 HQ167988 HQ167989 HQ167990 HQ167961 HQ167920 HQ167927 HQ167974 HQ167975 HQ167930 rps HQ167957 HQ167965 HQ167958 HQ167951 HQ167960 HQ167976 HQ167977 HQ167993 HQ167978 HQ167979 HQ167921 HQ167949 HQ167970 HQ167964 HQ167980 HQ167981 HQ167948 HQ167945 HQ167956 HQ167946 HQ167991 HQ167928 HQ167929 HQ167963 HQ167962 HQ167934 HQ167925 HQ167938 HQ167935 HQ167937 HQ167924 HQ167931 L k Akzessionsnummern -trn ban 32 HQ167837 HQ167847 HQ167839 HQ167867 HQ167868 HQ167883 HQ167884 HQ167885 HQ167856 HQ167815 HQ167870 HQ167822 HQ167869 HQ167825 rpl HQ167852 HQ167860 HQ167853 HQ167846 HQ167855 HQ167871 HQ167872 HQ167888 HQ167873 HQ167874 HQ167816 HQ167844 HQ167865 HQ167859 HQ167875 HQ167876 Gen HQ167843 HQ167840 HQ167851 HQ167841 HQ167886 HQ167858 HQ167823 HQ167824 HQ167857 HQ167829 HQ167820 HQ167833 HQ167830 HQ167832 HQ167819 HQ167826 B032 135a 25f B012 62a 136a 64a 129a 86a 3a B013 67d 94a 128b 71c 34a 120a 93a B035 143a 76d 26a 28b 132a 45a 22a 55a 46a 50a 18a 118a 9a 117a 133a 35a DNA DNA Nr. B033 Vásquez 3617 (FR) / FAN RV (FR) 3617 Vásquez 3617 Vásquez 4626b (FAN) / FAN RV 4626b / FAN (FAN) 4626b Vásquez Ibisch 98.0204 Ibisch / (LPB) FAN 98.0204 PI 98.0204 J. Peters, N. Schütz, R. &Vásquez JP R. Lara, (KS) / 06.0005 KAS JP 06.0005 B010 J. Peters, N. Schütz, R. &Vásquez JP R. Lara, (SELB) / 06.0056 KAS JP 06.0056 B011 J. Peters, N. Schütz, R. &Vásquez JP R. Lara, (KS) / 06.0014 KAS JP 06.0014 B030 J. Peters, N. Schütz, R. &Vásquez JP R. / Lara, (FR) KAS 06.0102 JP 06.0102 B031 Kessler (GOET, / FR) BGHD 109077 / Leme 5078 s.n. SEL)Silva (HB, da Fernandes Rauh 40579 a (U, WU) 99-18434-3 (U, FRP a / 40579 Rauh Nowicki 2364 (FR, SEL,Nowicki 2364 LPB, USZ, HEID, WU) /BGHD 109073 Ibisch 98.0173 (FR, LPB, SEL,WU) LPB,USZ, (FR, Ibisch PI98.0173 / FAN 98.0173 LPB, SEL,WU) (FR, USZ, Ibisch 02.0002 /KASPI 0.0002 Sammler Lebendpflanze (Herbarium)/ / (LPB) Vásquez FAN3762 RV 3762 / (FR) & FAN SchulteRS 301002-3 Rex 301002-3 D Cathcart s.n. (OSBU) / BGOS 94-05-0016-20 s.n. Cathcart (OSBU) D Vásquez 4685 (VASQ) /Vásquez 4685 FAN RV 4685 150 150 / FAN RM Müller FAN (VASQ, LPB)/ 3729a Vasquez R. J. Peters, N. Schütz, R. &Vásquez JP R. Lara, (KS) / 06.0138 KAS JP 06.0138 B014 J. Peters, N. Schütz, R. &Vásquez JP R. Lara, (KS) / 06.0142 KAS JP06.0142 B015 Ibisch 02.0006 (VASQ, 113151 Ibisch / BGHD LPB) FR, 02.0006 J. Peters, N. Schütz, R. &Vásquez JP R. / Lara, (FR) KAS 06.0097 JP 06.0097 B016 J. Peters, N. Schütz, R. Vásquez & R. Lara,, JP 06.0115 (KS) / KAS (KS) JP JP 06.0115Lara,, 06.0115 R.&J. Peters, N. Schütz, Vásquez R. B017 Vásquez 3673 / (LPB) Vásquez FAN3673 RV 3673 s.n. (SEL) / MSBG 1978-0905 s.n. / MSBG (SEL) s.n. (B) / BGB 115-19-83-80 /BGOS 94-17-0050-80 (OSBU) 18606 Friesen J. Peters, N. Schütz, R. &Vásquez JP R. Lara, (USM, LBP) / 06.0126 KAS JP 06.01B018 J. Peters, N. Schütz, R. &Vásquez JP R. Lara, (KS) / 06.0131 KAS JP 06.0131 B019 Kessler (LPB, 9620b SEL) / FAN9620b MK Ibisch / (SEL) FAN PI02.0001 02.0001 / & FAN Schulte RS 281002-6 Rex 281002-6 216 /(SEL) 216 Müller FAN RM Leme / (Leme) Leme 7100 7100 Welz (B, 3124 FR, /BGB HBG, BGHD 103726, U) 031-14-91-30/33/34 Vásquez 3661 (LPB, SEL) / FAN RV 3661 RV (LPB,/ FAN SEL) 3661 Vásquez (LPB) Krömer/ 1398b TKFAN 1398b s.n. (B) / BGB 079-02-92-34 / (SEL) Vásquez FAN RV 4003 4003 (LPB, Vásquez 3817 SEL, / USZ) FAN RV 3817 / FAN RV (FR) 3624 Vásquez 3624 / (FR) FAN Vásquez RV 4051b 4051b PIFAN 00.0036 / (FR) Ibisch 00.0036 Ibisch (FR, LPB, SEL,98.0098 / USZ) FAN PI 98.0098 125586 (LPB,/ BGHD SEL) 3406 Vásquez .H. Wright) L.B. Sm. L.B.Sm. & Read M. Kessler, Ibisch & E. Gross E. & Ibisch Kessler, M. C Rauh (C.H. (C.H. Wright) L.B. Sm. (C.H. (C.H. Wright) L.B. Sm. (C.H. (C.H. Wright) L.B. Sm. (C.H. Wright) L.B. Sm. (C.H. Wright) L.B. Sm. (C.H. Wright) L.B. Sm. (C.H. (C.H. Wright) L.B. Sm. (C.H. (C.H. Wright) L.B. Sm. (C.H. (C.H. Wright) L.B. Sm. (C.H. Wright) L.B. Sm. (C.H. Wright) L.B. Sm. (C.H. Wright) L.B. Sm. (C.H. Wright) L.B. Sm. (C.H. Wright) L.B. Sm. (C.H. Wright) L.B. Sm. ( Ibisch & J. Peters Ibisch & J. Peters Ibisch & J. Peters Ibisch & J. Peters Ibisch & J. Peters Rauh Ibisch, R. Vásquez & J. Peters Ibisch, R. Vásquez & J. Peters Ibisch, R. Vásquez & J. Peters Ibisch, R. Váquez & E. Gross (Lindl.) L.B.(Lindl.) Sm. (Lindl.) L.B.(Lindl.) Sm. (L.B. Sm.) L.B.Sm. Ibisch, Leme & J. Peters Ibisch, & J.PetersVásquez R. (Mez) L.B.Sm. (Mez) (Mez) L.B.Sm. (Mez) (Griseb.) L.B. Sm. (Griseb.) (Griseb.) L.B. Sm. (Griseb.) (Griseb.) L.B. Sm. (Griseb.) L.B. Sm. (Griseb.) (Griseb.) L.B. Sm. (Griseb.) (Griseb.) L.B. Sm. (Griseb.) (Griseb.) L.B. Sm. (Griseb.) (Griseb.) L.B. Sm. (Griseb.) (Rusby) L.B. (Rusby) Sm. Ibisch, R. & Vásquez E. Gross tacajensis tacajensis co Fosterella F. albicans F. albicans F. albicans F. albicans F. albicans F. albicans F. albicans F. albicans batistana F. F. caulescens F. christophii christophii F. F. F. christophii christophii F. christophii F. Art F. penduliflora F. penduliflora F. penduliflora F. penduliflora F. penduliflora F. penduliflora F. penduliflora F. penduliflora F. petiolata F. petiolata F. rexiae rexiae F. F. robertreadii F. robertreadii F. robertreadii F. robertreadii F. robertreadii F. floridensis F. gracilis F. graminea F. hatschbachii F. micrantha F. micrantha F. heterophylla heterophylla F. kroemeri F. F. micrantha F. penduliflora F. penduliflora F. penduliflora F. penduliflora F. penduliflora F. penduliflora F. penduliflora F. penduliflora Anhang 2: Genbank‐Akzessionsnummern

170 Phylogeographie und Populationsgenetik in Fosterella Anhang 16 intron 16 rps H psb B- psb L rbc B- HQ167764 HQ167808 HQ167913 HQ167763 HQ167807 HQ167912 atp HQ167761 HQ167805 HQ167910 HQ167760 HQ167804 HQ167909 K gene EU681857EU681858 EF639743 EF639766 EF643032 EF643055 EF643133 EF643156 HQ167786 EU681861HQ167785 EF639729 EF643018 EF643119 EU681855 EF639755 EF643044 EF643145 EU681856 EF639773 EF643062 EF643163 EU681913HQ167784 EF639781 HQ167762 EF643070 HQ167806 EF643171 HQ167911 EU681842HQ167781 EF639730 HQ167759 EF643019 HQ167803 EF643120 HQ167908 EU681854 EF639771 EF643060 EF643161 EU681853 EF639747 EF643036 EF643137 mat EU681850 EF639777 EF643066 EF643167 EU681916 EF639746 EF643035 EF643136 HQ167783 HQ167782 EU681851 EF639744 EF643033 EF643134 EU681879 EF639751 EF643040 EF643141 EU681881 EF639761 EF643050 EF643151 EU681880 EF639770 EF643059 EF643160 EU681882 EF639769 EF643058 EF643159 EU681875EU681915EU681877 EF639762 EF639737 EF639745 EF643051 EF643026 EF643034 EF643152 EF643127 EF643135 EU681911EU681910 EF639735 EF639784 EF643024 EF643073 EF643125 EF643174 K trn 16- HQ167966 HQ167936 HQ167987 HQ167954 HQ167986 HQ167926 HQ167943 HQ167950 HQ167985 HQ167955 HQ167982 HQ167941 HQ167969 rps HQ167947 HQ167968 HQ167984 HQ167983 HQ167967 HQ167971 HQ167932 HQ167940 HQ167939 HQ167933 HQ167922 HQ167923 HQ167959 HQ167953 HQ167999 EU681887 EF639795 EF643081 EF643182 L -trn 167891 HQ167996 EU681885 EF639789 EF643078 EF643179 32 Q HQ167861 HQ167831 HQ167882 HQ167849 HQ167881 HQ167821 HQ167838 HQ167845 HQ167880 HQ167850 HQ167877 HQ167836 HQ167864 rpl HQ167842 HQ167863 HQ167879 HQ167878 HQ167862 HQ167866 HQ167827 HQ167835 HQ167834 HQ167828 HQ167817 HQ167818 HQ167854 HQ167848 HQ167892 HQ167997 EU681895 EF639794 EF643084 EF643185 HQ167889 HQ167994 EU681896 EF639802 EF643091 EF643192 HQ167897 HQ168002 EU681889 EF639791 EF643080 EF643181 HQ167890 HQ167995 EU681837 EF639801 EF643090 EF643191 HQ167893 HQ167998 EU681894 EF639793 EF643083 EF643184 HQ167895 HQ168000 EU681897 EF639803 EF643092 EF643193 H Genbank AkzessionsnummernGenbank HQ167896 HQ168001 EU681892 EF639797 EF643086 EF643187 138b 145a 141a 48d 72a 104a 23a 63a 13a 107a 60a 87=144 12a 95c F46a HQ167894 F42a 140b 36a 121a F15a F51a B022 B021 58c 56a F34a F44a 139b=B029 37a DNA DNA Nr. F47a F40a F48a Vásquez 3570 (FR, Vásquez LPB,3570 SEL, USZ) / FAN RV 3570 Krömer 7286 (FR, Krömer LPB) 7286 / 105332 BGHD J. Peters, N. Schütz, R. &Vásquez JP R. Lara, / 06.0109 KAS JP 06.0109 B027 J. Peters, N. Schütz, R. &Vásquez JP R. Lara, / 06.0105 KAS JP 06.0105 B026 Vásquez 4623 (FR) / FAN RV (FR) 4623 Vásquez 4623 Ibisch 98.0117 (FAN) / FAN PI98.0117 /FAN (FAN) Ibisch 98.0117 J. Peters, N. Schütz, R. &Vásquez JP R. Lara, (LBP) / 06.0045 KAS JP 06.0045PIFAN 98.0116 / (FR) Ibisch 98.0116 B025 J. Peters, N. Schütz, R. &Vásquez JP R. Lara, (KS) / 06.0076 KAS JP 06.0076 (SEL,Cathcart B-17 HB) / 1995-0415 MSBG B020 Rex & Schulte 251002-3 (SEL) (SEL) &/ Schulte FAN Rex RS 251002-3 Nowicki 2061 / FAN CN 2061 CN / FAN 2061 Nowicki Friesen 18604 (OSBU)/ BGOS 94-17-0049-80 BGOS (OSBU)/ 18604 Friesen Schulte 280408-1 / FRPSchulte 89-16095-2 280408-1 Sammler Lebendpflanze (Herbarium)/ Schindhelms.n. 108213 / BGHD Schmidt s.n. / BGHD 104044 (HEID) S. Reichle SR1 (LPB) / FAN SR1 / FAN (LPB) S.SR1 Reichle Vásquez 4510 / (LPB) Vásquez FAN 4510 RV 4510 Leme / (Leme) Leme 7145 7145 Leme / (Leme) Leme 7144 7144 Ibisch 03.0016 Ibisch / (LPB) FAN 03.0016 PI 03.0016 Mijagawa s.n. (HEID) Mijagawa / 104866 BGHD Vásquez 3627 (FR) / FAN 3627 (FR) Vásquez 3627 Nowicki 2076b (LPB, SEL, USZ) / FAN 2076 / FAN (LPB,SEL, USZ) 2076b Nowicki Vásquez 3636a2 (FR, LPB, Vásquez 3636a2 SEL) / FAN RV 3636a2 (VASQ,R. Vásquez 3612 SEL, FR)/ FAN 3620 RV / FAN 3620 Vásquez Müller 217 217 /(SEL) 217 Müller FAN RM / 2034 FAN CN (FR) 2034 Nowicki Vásquez 4656 (FR) / FAN RV (FR) 4656 Vásquez 4656 FRP s.n. / FRP s.n. Hromadnik 5213 /Hromadnik (HEID) BGHD 102379 5213 Esteves-Pereira s.n. (HEID) / BGHD 105012 Rauh 53676 (HEID) / BGHD 103787 / BGHD (HEID) 53676 Rauh Rauh & L.Rauh Hrom. Rauh & Barthlott Rauh Rauh (Rauh) M.A. & Spencer L.B. (Rauh) Sm. / Balfanz 075 BGHD 107170 (Rauh) M.A. Spencer & L.B.Sm. M.A. Spencer (Rauh) 103817 /BGHD (HEID) Hromadnik 5131 L.B. Sm. (Beer) Baker (Beer) Spreng. ez) L.B.ez) Sm. Rauh M (Mez) L.B. (Mez) Sm. ( (Mez) L.B. (Mez) Sm. (Mez) L.B. (Mez) Sm. (Brongn.) L.B.(Brongn.) Sm. (Brongn.) L.B.(Brongn.) Sm. (Brongn.) L.B.(Brongn.) Sm. (Brongn.) L.B.(Brongn.) Sm. L.B.(Brongn.) Sm. L.B.(Brongn.) Sm. (Brongn.) L.B.(Brongn.) Sm. H. Luther H. H. Luther H. L.B.Sm. & Read L.B.Sm. & Read L.B.Sm. & Read E. Gross & Ibisch & Gross E. E. Gross & Ibisch & Gross E. Ibisch, R. Vásquez, E. Gross & Reichle E. Gross Vásquez, R. Ibisch, Ibisch, R. Vásquez, E. Gross & Reichle E. Gross Vásquez, R. Ibisch, (Harms) L.B. Sm. (Harms) L.B. Sm. (Harms) L.B. Sm. (Mez) L.B. Sm.(Mez) (Mez) L.B. Sm.(Mez) (Mez) L.B. Sm.(Mez) (Mez) L.B. Sm.(Mez) F. weberbaueri F. weberbaueri F. weberbaueri F. weberbaueri F. weberbaueri F. villosula F. villosula F. villosula F. vasquezii vasquezii F. F. spectabilis vasquezii F. F. rusbyi rusbyi F. F. spectabilis F. rusbyi rusbyi F. F. rusbyi rusbyi F. F. rusbyi rusbyi F. Art Encholirium horridum horridum Encholirium outgroup brevifolia Deuterocohnia F. yuvinkae yuvinkae F. F. yuvinkae yuvinkae F. F. windischii windischii F. F. windischii windischii F. F. windischii windischii F. F. weddelliana F. weddelliana F. weddelliana F. weddelliana F. weddelliana F. weddelliana F. weddelliana F. weddelliana F. weddelliana F. weddelliana F. weberbaueri F. weberbaueri F. weddelliana Pitcairnia albiflora Deuterocohnia brevispicata Deuterocohnia Pitcairnia atrorubens Deuterocohnia lotteae Deuterocohnia Pitcairnia loki-schmidtiae Dyckia estevesii Pitcairnia rubro-nigriflora Anhang 2: Genbank‐Akzessionsnummern ‐ Fortsetzung

Natascha Wagner, Universität Kassel 171 Anhang

Anhang 3 Verwendetes Pflanzenmaterial für Populationsuntersuchungen an der penduliflora‐Gruppe Sammler (Herbarium)/ DNA-Nr./ Breitengrad Längengrad Höhe Art Lebendpflanze Sammelnummer Land, Departemento, Provinz (S) (W) (ü. NN.) Fosterella penduliflora Michalak, Ingo (FR) IM0001 Fosterella penduliflora IM0001.1 Fosterella penduliflora IM0001.2 Fosterella penduliflora IM0001.3 Fosterella penduliflora IM0001.4 Fosterella penduliflora IM0001.5 Bolivien, Santa Cruz, Florida 18°10'54'' 63°34'30'' 440 Fosterella penduliflora IM0001.6 Fosterella penduliflora IM0001.7 Fosterella penduliflora IM0001.8 Fosterella penduliflora IM0001.9 Fosterella penduliflora Michalak, Ingo (USZ) IM0002 Fosterella penduliflora Michalak, Ingo (FR) IM0003 Fosterella penduliflora Michalak, Ingo (FR) IM0004 Fosterella penduliflora IM0004.1 Fosterella penduliflora IM0004.2 Fosterella penduliflora IM0004.3 Fosterella penduliflora IM0004.4 Fosterella penduliflora IM0004.5 Bolivien, Santa Cruz, Florida 17°59'35'' 64°01'13'' 1.160 Fosterella penduliflora IM0004.6 Fosterella penduliflora IM0004.7 Fosterella penduliflora Michalak, Ingo (USZ) IM0005 Fosterella penduliflora Michalak, Ingo (FR) IM0006 Fosterella penduliflora Michalak, Ingo (FR) IM0007 Fosterella penduliflora Michalak, Ingo (FR) IM0008 Fosterella penduliflora Michalak, Ingo (FR) IM0009 Fosterella penduliflora IM0009.1 Bolivien, Santa Cruz, Valle Grande 18°47'13' 63°50'43'' 1.073 Fosterella penduliflora Michalak, Ingo (FR) IM0010 Fosterella penduliflora Michalak, Ingo (FR) IM0011 Fosterella penduliflora Michalak, Ingo (USZ) IM0015 Fosterella penduliflora IM0015.1 Fosterella penduliflora IM0015.2 Fosterella penduliflora IM0015.3 Fosterella penduliflora IM0015.4 Bolivien, Santa Cruz, Florida 18°01'16'' 64°00'28'' 1.212 Fosterella penduliflora IM0015.5 Fosterella penduliflora IM0015.6 Fosterella penduliflora IM0015.7 Fosterella penduliflora Michalak, Ingo (FR) IM0016 Fosterella penduliflora Michalak, Ingo (FR) IM0017 Fosterella penduliflora Michalak, Ingo (FR) IM0018 Fosterella penduliflora Michalak, Ingo (USZ) IM0114 Fosterella penduliflora IM0114.1 Fosterella penduliflora IM0114.2-1 Fosterella penduliflora IM0114.2-2 Fosterella penduliflora IM0114.3 Fosterella penduliflora IM0114.4 Bolivien, La Paz, Larecaja 15°33'08'' 68°00'26'' 549 Fosterella penduliflora IM0114.5 Fosterella penduliflora IM0114.6 Fosterella penduliflora IM0114.7 Fosterella penduliflora Michalak, Ingo (FR) IM0115 Fosterella penduliflora Michalak, Ingo (FR) IM0116 Fosterella penduliflora Michalak, Ingo (FR) IM0117 Fosterella penduliflora Wagner, N., Schütz, N., NW09.001-1 Fosterella penduliflora Lara, R. (LBP)/ KS NW09.001-2 Fosterella penduliflora NW09.001-3 Fosterella penduliflora NW09.001-4 Fosterella penduliflora NW09.001-5 Bolivien, Santa Cruz, Ibañez 18°10.682` 63°32.678` 618 Fosterella penduliflora NW09.001-6 Fosterella penduliflora NW09.001-7 Fosterella penduliflora NW09.001-8 Fosterella penduliflora Wagner, N., Schütz, N., NW09.002-1 Fosterella penduliflora Lara, R. (LBP)/ KS NW09.002-2 Bolivien, Santa Cruz, Florida 18°11.135` 63°33.523` 830 Fosterella penduliflora NW09.002-3 Fosterella penduliflora NW09.002-4

172 Phylogeographie und Populationsgenetik in Fosterella Anhang

Sammler (Herbarium)/ DNA-Nr./ Breitengrad Längengrad Höhe Art Lebendpflanze Sammelnummer Land, Departemento, Provinz (S) (W) (ü. NN.) Fosterella penduliflora Peters, J., Schütz, N. W016/ JP 06.0054b Fosterella penduliflora Vasquez, R., Lara, R. W017/ JP 06.0054c Fosterella penduliflora JP06.0054 (FR) W018/ JP 06.0054d Fosterella penduliflora W019/ JP 06.0054e Fosterella penduliflora W0120/ JP 06.0054f Fosterella penduliflora W021/ JP 06.0054g Fosterella penduliflora W022/ JP 06.0054h Fosterella penduliflora W023/ JP 06.0054i Fosterella penduliflora W024/ JP 06.0054j Fosterella penduliflora W025/ JP 06.0054k Fosterella penduliflora W026/ JP 06.0054l Bolivien, Tarija, Arce 22°12'23'' 64°37'23'' 1.133 Fosterella penduliflora W027/ JP 06.0054m Fosterella penduliflora W028/ JP 06.0054n Fosterella penduliflora W029/ JP 06.0054o Fosterella penduliflora W030/ JP 06.0054p Fosterella penduliflora W031/ JP 06.0054q Fosterella penduliflora W032/ JP 06.0054r Fosterella penduliflora W033/ JP 06.0054s Fosterella penduliflora W034/ JP 06.0054t Fosterella penduliflora W035/ JP 06.0054u Fosterella penduliflora W036/ JP 06.0054v Fosterella penduliflora W037/ JP 06.0054w Fosterella penduliflora W038/ JP 06.0054x Fosterella penduliflora W039/ JP 06.0054y Fosterella penduliflora W040/ JP 06.0054z Fosterella gracilis Wagner, N., Schütz, N., NW09.021-1 Fosterella gracilis Blacutt, P. (LBP)/ KS NW09.021-2 Fosterella gracilis NW09.021-3 Fosterella gracilis NW09.021-4 Fosterella gracilis NW09.021-5 Fosterella gracilis NW09.021-6 Bolivien, Beni, José Balivian 14°31.202` 67°29.823` 200 Fosterella gracilis NW09.021-7 Fosterella gracilis NW09.021-8 Fosterella gracilis NW09.021-9 Fosterella gracilis NW09.021-10 Fosterella gracilis NW09.021 frisch Fosterella gracilis Wagner, N., Schütz, N., NW09.022-1 Fosterella gracilis Blacutt, P. (LBP)/ KS NW09.022-2 Fosterella gracilis NW09.022-3 Fosterella gracilis NW09.022-4 Fosterella gracilis NW09.022-5 Bolivien, Beni, José Balivian 14°31.662` 67°29.805` 200 Fosterella gracilis NW09.022-6 Fosterella gracilis NW09.022-7 Fosterella gracilis NW09.022-8 Fosterella gracilis NW09.022-10 Fosterella gracilis Wagner, N., Schütz, N., NW09.023-1 Fosterella gracilis Blacutt, P. (LBP)/ KS NW09.023-2 Fosterella gracilis NW09.023-3 Fosterella gracilis NW09.023-4 Fosterella gracilis NW09.023-5 Bolivien, Beni, José Balivian 14°32.445` 67°29.978` 200 Fosterella gracilis NW09.023-6 Fosterella gracilis NW09.023-7 Fosterella gracilis NW09.023-8 Fosterella gracilis NW09.023-9

Natascha Wagner, Universität Kassel 173 Anhang

Anhang 3b: Verwendetes Pflanzenmaterial für Populationsuntersuchungen an der micrantha‐Gruppe Sammler (Herbarium)/ DNA-Nr./ Breitengrad Längengrad Höhe Art Land, Departemento, Provinz Lebendpflanze Sammelnummer (S) (W) (ü. NN.) Fosterella christophii Michalak, Ingo (FR) IM0033.1 Fosterella christophii IM0033.2 Fosterella christophii IM0033.3 Fosterella christophii IM0033.4 Fosterella christophii IM0033.5 Bolivia, Santa Cruz, Florida 18°06'33'' 63°35'30'' 1.193 Fosterella christophii IM0033.6 Fosterella christophii Michalak, Ingo (FR) IM0034 Fosterella christophii Michalak, Ingo (USZ) IM0035 Fosterella christophii Michalak, Ingo (FR) IM0036 Fosterella christophii Michalak, Ingo (FR) IM0043 Fosterella christophii IM0043.1 Fosterella christophii IM0043.2 Fosterella christophii IM0043.3 Fosterella christophii IM0043.4 Bolivia, Santa Cruz, Florida 18°05'48'' 63°35'42'' 1.072 Fosterella christophii IM0043.5 Fosterella christophii IM0043.6 Fosterella christophii Michalak, Ingo (FR) IM0044 Fosterella christophii Michalak, Ingo (USZ) IM0045 Fosterella christophii Michalak, Ingo (FR) IM0046 Fosterella christophii IM0046.1 Fosterella christophii IM0046.2 Fosterella christophii IM0046.3 Fosterella christophii IM0046.4 Bolivia, Santa Cruz, Florida 18°06'05'' 63°35'39'' 1.095 Fosterella christophii IM0046.5 Fosterella christophii IM0046.6 Fosterella christophii Michalak, Ingo (FR) IM0047 Fosterella christophii Michalak, Ingo (USZ) IM0048 Fosterella christophii Michalak, Ingo (FR) IM0049 Fosterella christophii Michalak, Ingo (FR) IM0050 Fosterella christophii Michalak, Ingo (USZ) IM0051 Fosterella christophii Michalak, Ingo (USZ) IM0052 Bolivia, Santa Cruz, Florida 18°06'16'' 63°35'58'' 1.030 Fosterella christophii Michalak, Ingo (FR) IM0053 Fosterella christophii Michalak, Ingo (FR) IM0054-1 =a Fosterella christophii IM0054-2 =b Fosterella christophii Wagner, N., Schütz, N., NW09.005-1 Fosterella christophii Lara, R. (LBP)/ KS NW09.005-2 Fosterella christophii NW09.005-3 Fosterella christophii NW09.005-4 Fosterella christophii NW09.005-5 Bolivia, Santa Cruz, Florida 18°05.971` 63°36.126` s.n. Fosterella christophii NW09.005-6 Fosterella christophii NW09.005-7 Fosterella christophii NW09.005-8 Fosterella christophii NW09.005-9 Fosterella christophii NW09.005-10 Wagner, N., Schütz, N., Fosterella christophii NW09.006-1 Bolivia, Santa Cruz, Florida 18°05.971` 63°36.126` s.n. Lara, R. (LBP)/ KS Fosterella christophii Wagner, N., Schütz, N., NW09.030-1 Fosterella christophii Blacutt, P. (LBP)/ KS NW09.030-2 Fosterella christophii NW09.030-3 Fosterella christophii NW09.030-4 Fosterella christophii NW09.030-5 Fosterella christophii NW09.030-6 Bolivia, La Paz, Larecaja 15°39.744` 67°42.792` 561 Fosterella christophii NW09.030-7 Fosterella christophii NW09.030-8 Fosterella christophii NW09.030-9 Fosterella christophii NW09.030-10 Fosterella christophii Wagner, N., Schütz, N., NW09.034-1 Fosterella christophii Blacutt, P. (LBP)/ KS NW09.034-2 Fosterella christophii NW09.034-3 Fosterella christophii NW09.034-4 Fosterella christophii NW09.034-5 Bolivia, La Paz, Larecaja 15°28.072` 67°58.203` 620 Fosterella christophii NW09.034-6 Fosterella christophii NW09.034-7 Fosterella christophii NW09.034-8 Fosterella christophii NW09.034-9 Fosterella christophii NW09.034-10

174 Phylogeographie und Populationsgenetik in Fosterella Anhang

Sammler (Herbarium)/ DNA-Nr./ Breitengrad Längengrad Höhe Art Land, Departemento, Provinz Lebendpflanze Sammelnummer (S) (W) (ü. NN.) Fosterella micrantha Schütz, Duno, Pinzon (-)/KS Schütz 11-03-01 Fosterella micrantha Schütz 11-03-02 Mexico, Vera Cruz ca. 18°33' ca. 95°11' ca. 1.000 Fosterella micrantha Schütz 11-03-03 Fosterella micrantha Schütz, Duno, Pinzon (CICY)/KS Schütz 11-04-01 Fosterella micrantha Schütz 11-04-02 Fosterella micrantha Schütz 11-04-03 Fosterella micrantha Schütz 11-04-04 Fosterella micrantha Schütz 11-04-05 Fosterella micrantha Schütz 11-04-06 Mexico, Vera Cruz 18°24.757 95°05.681 316 Fosterella micrantha Schütz 11-04-07 Fosterella micrantha Schütz 11-04-08 Fosterella micrantha Schütz 11-04-09 Fosterella micrantha Schütz 11-04-10 Fosterella micrantha Schütz, Duno, Pinzon (CICY)/KS Schütz 11-05-01 Fosterella micrantha Schütz 11-05-02 Fosterella micrantha Schütz 11-05-03 Fosterella micrantha Schütz 11-05-04 Fosterella micrantha Schütz 11-05-05 Fosterella micrantha Schütz 11-05-06 Mexico, Oaxaca 17°51.122 96°12.995 36 Fosterella micrantha Schütz 11-05-07 Fosterella micrantha Schütz 11-05-08 Fosterella micrantha Schütz 11-05-09 Fosterella micrantha Schütz 11-05-10 Fosterella micrantha Schütz, Duno, Pinzon (CICY)/KS Schütz 11-06-01 Fosterella micrantha Schütz 11-06-02 Fosterella micrantha Schütz 11-06-03 Fosterella micrantha Schütz 11-06-04 Fosterella micrantha Schütz 11-06-05 Fosterella micrantha Schütz 11-06-06 Mexico, Oaxaca 17°44.260 96°19.653 421 Fosterella micrantha Schütz 11-06-07 Fosterella micrantha Schütz 11-06-08 Fosterella micrantha Schütz 11-06-09 Fosterella micrantha Schütz 11-06-10 Fosterella micrantha Schütz, Carnevali, Pinzon, Castillo, Schütz 11-12-01 Fosterella micrantha Leopardi, Jiménez (CICY)/KS Schütz 11-12-02 Fosterella micrantha Schütz 11-12-03 Fosterella micrantha Schütz 11-12-04 Fosterella micrantha Schütz 11-12-05 Fosterella micrantha Schütz 11-12-06 Mexico, Chiapas 15°18'59.2'' 92°21'24.4'' 885 Fosterella micrantha Schütz 11-12-07 Fosterella micrantha Schütz 11-12-08 Fosterella micrantha Schütz 11-12-09 Fosterella micrantha Schütz 11-12-10 Fosterella micrantha Schütz, Carnevali, Pinzon, Castillo, Schütz 11-13-01 Fosterella micrantha Leopardi, Jiménez (CICY)/KS Schütz 11-13-02 Fosterella micrantha Schütz 11-13-03 Fosterella micrantha Schütz 11-13-04 Fosterella micrantha Schütz 11-13-05 Fosterella micrantha Schütz 11-13-06 Mexico, Chiapas 15°15'14.0'' 92°24'20.0'' 493 Fosterella micrantha Schütz 11-13-07 Fosterella micrantha Schütz 11-13-08 Fosterella micrantha Schütz 11-13-09 Fosterella micrantha Schütz 11-13-10 Fosterella micrantha Schütz, Carnevali, Pinzon, Castillo, Schütz 11-14-01 Fosterella micrantha Leopardi, Jiménez (CICY)/KS Schütz 11-14-02 Fosterella micrantha Schütz 11-14-03 Fosterella micrantha Schütz 11-14-04 Mexico, Chiapas 15°18'34.5'' 92°32'19.4'' 600 Fosterella micrantha Schütz 11-14-05 Fosterella micrantha Schütz 11-14-06 Fosterella micrantha Schütz 11-14-07 Fosterella micrantha Schütz 11-14-08 Fosterella micrantha Schütz, Carnevali, Pinzon, Castillo, Schütz 11-15-01 Fosterella micrantha Leopardi, Jiménez (CICY)/KS Schütz 11-15-02 Fosterella micrantha Schütz 11-15-03 Fosterella micrantha Schütz 11-15-04 Mexico, Chiapas 15°23'17.7'' 92°39'38.4'' 373 Fosterella micrantha Schütz 11-15-05 Fosterella micrantha Schütz 11-15-06 Fosterella micrantha Schütz 11-15-07 Fosterella micrantha Schütz 11-15-08 Fosterella micrantha Schütz, Carnevali, Pinzon, Castillo, Schütz 11-17-01 Fosterella micrantha Leopardi, Jiménez (CICY)/KS Schütz 11-17-02 Fosterella micrantha Schütz 11-17-03 Fosterella micrantha Schütz 11-17-04 Fosterella micrantha Schütz 11-17-05 Mexico, Oaxaca 16°47'42'' 95°21'56'' 590 Fosterella micrantha Schütz 11-17-06 Fosterella micrantha Schütz 11-17-07 Fosterella micrantha Schütz 11-17-08 Fosterella micrantha Schütz 11-17-09 Fosterella micrantha Schütz 11-17-10

Natascha Wagner, Universität Kassel 175 Anhang

Sammler (Herbarium)/ DNA-Nr./ Breitengrad Längengrad Höhe Art Land, Departemento, Provinz Lebendpflanze Sammelnummer (S) (W) (ü. NN.) Fosterella micrantha Schütz, Carnevali, Pinzon, Castillo, Schütz 11-19-01 Fosterella micrantha Leopardi, Jiménez (CICY)/KS Schütz 11-19-02 Fosterella micrantha Schütz 11-19-03 Fosterella micrantha Schütz 11-19-04 Fosterella micrantha Schütz 11-19-05 Fosterella micrantha Schütz 11-19-06 Mexico, Oaxaca 15°51'52.8'' 96°28'19.9'' 309 Fosterella micrantha Schütz 11-19-07 Fosterella micrantha Schütz 11-19-08 Fosterella micrantha Schütz 11-19-09 Fosterella micrantha Schütz 11-19-10 Fosterella micrantha Schütz, Carnevali, Pinzon, Castillo, Schütz 11-20-01 Fosterella micrantha Leopardi, Jiménez (CICY)/KS Schütz 11-20-02 Fosterella micrantha Schütz 11-20-03 Fosterella micrantha Schütz 11-20-04 Fosterella micrantha Schütz 11-20-05 Mexico, Oaxaca 15°55'00.1'' 96°29'33.2'' 349 Fosterella micrantha Schütz 11-20-06 Fosterella micrantha Schütz 11-20-07 Fosterella micrantha Schütz 11-20-08 Fosterella micrantha Schütz 11-20-09 Fosterella micrantha Schütz 11-20-10 Fosterella villosula Michalak, Ingo (FR) IM0012 Fosterella villosula IM0012.1 Fosterella villosula IM0012.2 Fosterella villosula IM0012.3 Fosterella villosula IM0012.4 Fosterella villosula IM0012.5-1 =a Santa Cruz, Valle Grande 18°47'13'' 63°50'44'' 1.100 Fosterella villosula IM0012.5-2 =b Fosterella villosula IM0012.6 Fosterella villosula IM0012.7 Fosterella villosula IM0012.8 Fosterella villosula Michalak, Ingo (USZ) IM0013 Fosterella villosula Michalak, Ingo (USZ) IM0014 Fosterella villosula Michalak, Ingo (FR) IM0019.1 Fosterella villosula IM0019.2 Fosterella villosula IM0019.3 Fosterella villosula IM0019.4 Fosterella villosula IM0019.5 Fosterella villosula IM0019.6 Fosterella villosula IM0019.7 Bolivia, Santa Cruz, Florida 18°06'28'' 63°35'51'' 1.116 Fosterella villosula IM0019.8 Fosterella villosula IM0019-1=a Fosterella villosula IM0019-2 =b Fosterella villosula Michalak, Ingo (USZ) IM0020 Fosterella villosula Michalak, Ingo (FR) IM0021-1 =a Fosterella villosula IM0021-2 =b Fosterella villosula Michalak, Ingo (FR) IM0022 Fosterella villosula Michalak, Ingo (FR) IM0023 Fosterella villosula Michalak, Ingo (FR) IM0024 Fosterella villosula Michalak, Ingo (FR) IM0025 Bolivia, Santa Cruz, Florida 18°06'36'' 63°35'39'' 1.150 Fosterella villosula Michalak, Ingo (FR) IM0026 Fosterella villosula Michalak, Ingo (FR) IM0027 Fosterella villosula Michalak, Ingo (USZ) IM0028 Fosterella villosula Michalak, Ingo (FR) IM0029 Fosterella villosula Michalak, Ingo (FR) IM0030 Bolivia, Santa Cruz, Florida 18°06'33'' 63°35'32'' 1.180 Fosterella villosula Michalak, Ingo (FR) IM0031 Fosterella villosula Michalak, Ingo (USZ) IM0032 Fosterella villosula Michalak, Ingo (FR) IM0124 Fosterella villosula IM0124.1 Fosterella villosula IM0124.2 Fosterella villosula IM0124.3 Fosterella villosula IM0124.4 Fosterella villosula IM0124.5-1 =a Bolivia, La Paz, Larecaja 15°22'33'' 68°30'27'' 1.033 Fosterella villosula IM0124.5-2 =b Fosterella villosula IM0124.6 Fosterella villosula Michalak, Ingo (FR) IM0125 Fosterella villosula Michalak, Ingo (FR) IM0126 Fosterella villosula Michalak, Ingo (FR) IM0127 Fosterella villosula Michalak, Ingo (FR) IM0139 Fosterella villosula IM0139.1 Fosterella villosula IM0139.2-1 =a Fosterella villosula IM0139.2-2 =b Fosterella villosula IM0139.3 Fosterella villosula IM0139.4 Bolivien, Cochabamba, Chapare 17°00'12'' 65°38'07'' 481 Fosterella villosula IM0139.5 Fosterella villosula IM0139.6 Fosterella villosula IM0139.7 Fosterella villosula Michalak, Ingo (FR) IM0140 Fosterella villosula Michalak, Ingo (FR) IM0141 Fosterella villosula Michalak, Ingo (USZ) IM0142

176 Phylogeographie und Populationsgenetik in Fosterella Anhang

Sammler (Herbarium)/ DNA-Nr./ Breitengrad Längengrad Höhe Art Land, Departemento, Provinz Lebendpflanze Sammelnummer (S) (W) (ü. NN.) Fosterella villosula Michalak, Ingo (FR) IM0143 Fosterella villosula IM0143.1 = IM0143a Fosterella villosula IM0143.2 Fosterella villosula IM0143.3 Fosterella villosula IM0143.4 Bolivien, Cochabamba, Chapare 17°00'12'' 65°38'07'' 481 Fosterella villosula IM0143.5 Fosterella villosula IM0143.6 Fosterella villosula Michalak, Ingo (USZ) IM0144 Fosterella villosula Michalak, Ingo (FR) IM0145 Fosterella villosula Michalak, Ingo (FR) IM0146 Fosterella villosula Wagner, N., Schütz, N. (LBP)/ KS NW09.012-1 Fosterella villosula NW09.012-2 Fosterella villosula NW09.012-3 Fosterella villosula NW09.012-4 Fosterella villosula NW09.012-5 Fosterella villosula NW09.012-6 Bolivia, La Paz, Caranavi 16°01.976` 67°37.901` 928 Fosterella villosula NW09.012-7 Fosterella villosula NW09.012-8 Fosterella villosula NW09.012-9 Fosterella villosula NW09.012-10 Fosterella villosula Wagner, N., Schütz, N., NW09.019-1 Fosterella villosula Blacutt, P. (LBP)/ KS NW09.019-2 Fosterella villosula NW09.019-3 Bolivia, La Paz, Sud Yungas 15°27.096` 67°10.234` 914 Fosterella villosula NW09.019-4 Fosterella villosula Wagner, N., Schütz, N., NW09.024-1 Fosterella villosula Blacutt, P. (LBP)/ KS NW09.024-2 Fosterella villosula NW09.024-3 Fosterella villosula NW09.024-4 Fosterella villosula NW09.024-5 Bolivia, Beni, Jose Balivian 14°32.445` 67°29.978` 200 Fosterella villosula NW09.024-6 Fosterella villosula NW09.024-7 Fosterella villosula NW09.024-8 Fosterella villosula NW09.024-9 Fosterella villosula NW09.024-10 Fosterella villosula Wagner, N., Schütz, N., NW09.035-1 Fosterella villosula Blacutt, P. (LBP)/ KS NW09.035-2 Fosterella villosula NW09.035-3 Fosterella villosula NW09.035-4 Fosterella villosula NW09.035-5 Bolivia, La Paz, Larecaja 15°18.348` 67°22.106` 719 Fosterella villosula NW09.035-6 Fosterella villosula NW09.035-7 Fosterella villosula NW09.035-8 Fosterella villosula NW09.035-9 Fosterella villosula NW09.035-10

Natascha Wagner, Universität Kassel 177 Anhang

Anhang 4: Verzeichnis Herbarien und Botanische Gärten

Herbarien

B Botanischer Garten und Botanisches Museum Berlin-Dahlem, Zentraleinrichtung der Freien Universität Berlin FAN Fundación Amigos de la Naturaleza, Santa Cruz, Bolivien FR Senckenberg Forschungsinstitut und Naturmuseum GOET Universität Göttingen HB Herbarium Bradeanum, Brasilien, Rio de Janeiro HBG Biozentrum Klein-Flottbek Germany, Hamburg HEID Universität Heidelberg KS Universität Kassel LPB Herbario Nacional de Bolivia, Universidad Mayor de San Andrés, La Paz Leme Privatsammlung Elton Leme, Rio de Janeiro, Brasilien OSBU Universität Osnabrück SEL Marie Selby Botanical Gardens, U.S.A. Florida, Sarasota U National Herbarium of the Netherlands, Herbarium Utrecht USZ Museo de Historia Natural Noel Kempff Mercado -- Universidad Autónoma Gabriel René Moreno, Bolivia, Santa Cruz VASQ Herbarium Vasquezianum, Santa Cruz, Bolivien (Privatsammlung Roberto Vasquéz) WU Universität Wien

Botanische Gärten

KAS Gewächshausanlage der Universität Kassel FAN Fundación Amigos de la Naturaleza, Santa Cruz, Bolivien HEID Botanischer Garten Heidelberg (=BGHD) Leme Privatsammlung Elton Leme, Rio de Janeiro, Brasilien BGB Botanischer Garten Berlin-Dahlem BGOS Botanischer Garten Osnabrück FRP Palmengarten Frankfurt/ Main

178 Phylogeographie und Populationsgenetik in Fosterella Anhang

F.vasquezii_Ibisch_98.0117_23b F.rusbyi_Nowicki_2061_60a F.vasquezii_Ibisch_98.0116_63b F.yuvinkae_Reichle_SR1_72a F.rusbyi_Rex&Schulte_251002_3_107b F.windischii_Ibisch_03.0016_139 F.yuvinkae_Vásquez_4510_140 F.rusbyi_Friesen_18604_141 F.rusbyi_Peters_06.0076_B020 F.windischii_Leme_7144_B021 F.windischii_Leme_7145_B022 F.hatschbachii_Leme_7100_B033 F.rusbyi_NW09.00810 F.rusbyi_NW09.01812 72 F.rusbyi_NW09.03810 F.floridensis_Ibisch_02.0001_67a F.spectabilis_Cathcart_B17_144 F.spectabilis_Peters_06.0045_B025 51 F.floridensis_NW09.00310 F.albicans_Ibisch_98.0204_64a F.albicans_Peters_06.0056_B011 F.albicans_Peters_06.0014_B030 F.penduliflora_Ibisch_98.0098_18c F.penduliflora_Vásquez_3817_22c F.penduliflora_Vásquez_3762_34a F.penduliflora_Vásquez_3406_35a F.penduliflora_Vásquez_4003_45a F.penduliflora_Vásquez_4051b_46d F.penduliflora_Ibisch_00.0036_50b 79 F.penduliflora_Vásquez_3624_55a F.penduliflora_Müller_150_93a F.penduliflora_Rex&Schulte301002_3_118 F.penduliflora_Vásquez_4685_120 F.penduliflora_Vasquez_3729a_128 92 F.penduliflora_Friesen_18605_136 F.penduliflora_Peters_06.0138_B014 F.penduliflora_Peters_06.0142_B015 F.penduliflora_Ibisch_02.0006_B035 F.penduliflora_NW09.00204 F.gracilis_Rex&Schulte_281002_6_117a F.gracilis_NW09.02109 F.albicans_Kessler_13251_B032 F.villosula_Vásquez_4623_104a F.micrantha_s.n._132 F.villosula_Peters_06.0105_B026 F.villosula_Peters_06.0109_B027 62 F.micrantha_Welz_3124_B034 F.villosula_NW09.01210 F.villosula_NW09.01904 F.villosula_NW09.02410 F.micrantha_NSchuetz111210 99 F.micrantha_NSchuetz112001 64 F.christophii_Ibisch_98.0173_25f F.christophii_Nowicki_2364_B013 F.christophii_Ibisch_02.0002_B012 68 F.christophii_NW09.00510 F.weberbaueri_Vásquez_3570_48b F.weberbaueri_Krömer_7286_138 92 F.weberbaueri_Müller_217_95c F.weberbaueri_Vásquez_4656_121 F.batistana_Fernandes_daSilva_s.n.129 F.weberbaueri_NW09.02510 F.weddelliana_Vásquez_3636a_12b F.weddelliana_Vásquez_3612_13a F.weddelliana_Vásquez_3627_36a 88 F.weddelliana_Nowicki_2034_37a F.weddelliana_Vásquez_3620_56a F.weddelliana_Nowicki_2076b_58c F.cotacajensis_Kessler_9620b_76d F.weddelliana_Mijagawa_s.n._145 F.robertreadii_s.n._86a 50 F.robertreadii_Friesen_18606_135 F.robertreadii_s.n._143 97 F.robertreadii_Peters_06.0126_B018 F.robertreadii_Peters_06.0131_B019 85 F.heterophylla_Vásquez_3661_26c F.petiolata_Peters_06.0097_B016 F.caulescens_Rauh_40579a_3a F.rexiae_Vásquez_3673_9d F.kroemeri_Krömer_1398b_28b F.albicans_Vásquez_3617_62a F.graminea_Müller_216_71a F.albicans_Vásquez_4626b_94c F.albicans_Peters_06.0005_B010 F.petiolata_Peters_06.0115_B017 F.albicans_Peters_06.0102_B031 F.rexiae_NW09.01306 F.kroemeri_NW09.01710 F.spec._NW09.03609 F.rusbyi_NW09.03710 66 Dy.estevesii_Esteves_Pereira_s.n._F40a 52 E.horridum_Schindhelm_s.n._F46a 76 D.brevispicata_Hromadnik_5213_F51a D.brevifolia_Balfanz_075_F42a D.lotteae_Hromadnik_5131_F44a 81 P.albiflora_FRP_s.n._F15a P.loki_schmidtiae_Schmidt_s.n._F47a P.atrorubens_Schulte_280408_1_F34a P.rubronigriflora_Rauh_53676_F48a

Anhang 5: 50 % Majority‐Rule‐Konsensusbaum der Maximum Parsimonie‐Analyse basierend auf Sequenzdaten von 99 Akzessionen des Markers atpB‐rbcL, mit Indelkodierung, Bootstrapwerte oberhalb der Äste. Dy.=Dyckia, D.=Deuterocohnia, P.=Pitcairnia

Natascha Wagner, Universität Kassel 179 Anhang

F.rusbyi_Rex&Schulte_251002_3_107b F.rexiae_NW09.01306 F.caulescens_Rauh_40579a_3a F.rexiae_Vásquez_3673_9d F.kroemeri_Krömer_1398b_28b F.albicans_Vásquez_3617_62a F.albicans_Vásquez_4626b_94c F.albicans_Peters_06.0102_B031 F.albicans_Kessler_13251_B032 F.kroemeri_NW09.01710 F.albicans_Ibisch_98.0204_64a 75 F.albicans_Peters_06.0014_B030 F.albicans_Peters_06.0005_B010 F.albicans_Peters_06.0056_B011 F.graminea_Müller_216_71a F.petiolata_Peters_06.0115_B017 F.robertreadii_s.n._86a 65 F.robertreadii_Friesen_18606_135 56 F.robertreadii_s.n._143 F.robertreadii_Peters_06.0126_B018 F.robertreadii_Peters_06.0131_B019 98 F.heterophylla_Vásquez_3661_26c F.petiolata_Peters_06.0097_B016 F.rusbyi_NW09.03710 88 F.rusbyi_Nowicki_2061_60a F.rusbyi_Friesen_18604_141 F.rusbyi_Peters_06.0076_B020 F.floridensis_Ibisch_02.0001_67a 65 F.floridensis_NW09.00310 F.rusbyi_NW09.00810 F.rusbyi_NW09.01812 F.rusbyi_NW09.03810 F.vasquezii_Ibisch_98.0117_23b 65 F.vasquezii_Ibisch_98.0116_63b F.yuvinkae_Reichle_SR1_72a F.windischii_Ibisch_03.0016_139 F.yuvinkae_Vásquez_4510_140 F.windischii_Leme_7144_B021 F.hatschbachii_Leme_7100_B033 67 F.spectabilis_Cathcart_B17_144 F.spectabilis_Peters_06.0045_B025 F.windischii_Leme_7145_B022 63 F.christophii_Ibisch_98.0173_25f 74 F.christophii_Nowicki_2364_B013 89 F.christophii_Ibisch_02.0002_B012 F.christophii_NW09.00510 F.villosula_Vásquez_4623_104a F.micrantha_s.n._132 F.villosula_Peters_06.0105_B026 98 F.villosula_Peters_06.0109_B027 F.micrantha_Welz_3124_B034 F.villosula_NW09.01210 62 F.villosula_NW09.01904 F.villosula_NW09.02410 F.micrantha_NSchuetz111210 F.micrantha_NSchuetz112001 51 F.spec._NW09.03609 F.weberbaueri_Vásquez_3570_48b 63 F.weberbaueri_Müller_217_95c F.weberbaueri_Vásquez_4656_121 100 F.weberbaueri_Krömer_7286_138 F.weberbaueri_NW09.02510 F.batistana_Fernandes_daSilva_s.n.129 99 63 F.penduliflora_Vásquez_3762_34a F.penduliflora_Rex&Schulte301002_3_118 F.penduliflora_Vásquez_4685_120 F.penduliflora_Friesen_18605_136 F.penduliflora_Ibisch_98.0098_18c F.penduliflora_Vásquez_3817_22c F.penduliflora_Vásquez_3406_35a F.penduliflora_Vásquez_4003_45a 62 F.penduliflora_Vásquez_4051b_46d F.penduliflora_Ibisch_00.0036_50b F.penduliflora_Vásquez_3624_55a F.penduliflora_Müller_150_93a 60 F.penduliflora_Vasquez_3729a_128 F.penduliflora_Peters_06.0138_B014 86 F.penduliflora_Peters_06.0142_B015 F.penduliflora_NW09.00204 63 F.gracilis_Rex&Schulte_281002_6_117a F.gracilis_NW09.02109 67 F.penduliflora_Ibisch_02.0006_B035 F.weddelliana_Vásquez_3636a_12b F.weddelliana_Vásquez_3627_36a 63 F.weddelliana_Nowicki_2034_37a 100 F.weddelliana_Vásquez_3620_56a F.weddelliana_Nowicki_2076b_58c F.weddelliana_Mijagawa_s.n._145 86 F.weddelliana_Vásquez_3612_13a F.cotacajensis_Kessler_9620b_76d 100 95 Dy.estevesii_Esteves_Pereira_s.n._F40a E.horridum_Schindhelm_s.n._F46a D.brevispicata_Hromadnik_5213_F51a 96 D.brevifolia_Balfanz_075_F42a D.lotteae_Hromadnik_5131_F44a 99 P.atrorubens_Schulte_280408_1_F34a P.rubronigriflora_Rauh_53676_F48a P.albiflora_FRP_s.n._F15a P.loki_schmidtiae_Schmidt_s.n._F47a

Anhang 6: 50 % Majority‐Rule‐Konsensusbaum der Maximum Parsimonie‐Analyse basierend auf Sequenzdaten von 99 Akzessionen des Markers matK, Bootstrapwerte oberhalb der Äste. Dy.=Dyckia, D.=Deuterocohnia, P.=Pitcairnia

180 Phylogeographie und Populationsgenetik in Fosterella Anhang

F.rusbyi_Nowicki_2061_60a F.rusbyi_Rex&Schulte_251002_3_107b 62 F.rusbyi_Friesen_18604_141 F.rusbyi_Peters_06.0076_B020 F.rusbyi_NW09.00810 F.rusbyi_NW09.01812 F.rusbyi_NW09.03810 F.vasquezii_Ibisch_98.0117_23b F.vasquezii_Ibisch_98.0116_63b F.floridensis_Ibisch_02.0001_67a 87 F.yuvinkae_Reichle_SR1_72a F.windischii_Ibisch_03.0016_139 F.yuvinkae_Vásquez_4510_140 F.spectabilis_Cathcart_B17_144 F.windischii_Leme_7144_B021 F.windischii_Leme_7145_B022 F.spectabilis_Peters_06.0045_B025 F.hatschbachii_Leme_7100_B033 F.floridensis_NW09.00310 62 F.villosula_NW09.01210 F.villosula_NW09.02410 F.micrantha_NSchuetz111210 F.christophii_Ibisch_98.0173_25f F.villosula_Vásquez_4623_104a F.micrantha_s.n._132 F.villosula_Peters_06.0105_B026 F.micrantha_Welz_3124_B034 F.christophii_NW09.00510 72 F.villosula_NW09.01904 F.micrantha_NSchuetz112001 F.christophii_Ibisch_02.0002_B012 F.christophii_Nowicki_2364_B013 F.villosula_Peters_06.0109_B027 F.weddelliana_Vásquez_3636a_12b F.weddelliana_Vásquez_3612_13a 95 F.weddelliana_Vásquez_3627_36a F.weddelliana_Nowicki_2034_37a F.weddelliana_Vásquez_3620_56a F.weddelliana_Nowicki_2076b_58c F.cotacajensis_Kessler_9620b_76d F.weddelliana_Mijagawa_s.n._145 F.penduliflora_Vásquez_3817_22c F.penduliflora_Vásquez_4003_45a F.penduliflora_Vásquez_4051b_46d F.penduliflora_Vásquez_3624_55a F.penduliflora_Peters_06.0138_B014 F.penduliflora_Peters_06.0142_B015 F.weberbaueri_Vásquez_3570_48b F.weberbaueri_Müller_217_95c 65 F.weberbaueri_Vásquez_4656_121 F.batistana_Fernandes_daSilva_s.n.129 F.weberbaueri_Krömer_7286_138 F.weberbaueri_NW09.02510 F.heterophylla_Vásquez_3661_26c F.rusbyi_NW09.03710 F.petiolata_Peters_06.0097_B016 64 F.gracilis_Rex&Schulte_281002_6_117a F.gracilis_NW09.02109 F.caulescens_Rauh_40579a_3a F.rexiae_Vásquez_3673_9d F.penduliflora_Ibisch_98.0098_18c F.kroemeri_Krömer_1398b_28b F.penduliflora_Vásquez_3762_34a F.penduliflora_Vásquez_3406_35a F.penduliflora_Ibisch_00.0036_50b F.albicans_Vásquez_3617_62a 99 F.albicans_Ibisch_98.0204_64a F.graminea_Müller_216_71a F.robertreadii_s.n._86a F.penduliflora_Müller_150_93a F.albicans_Vásquez_4626b_94c F.penduliflora_Rex&Schulte301002_3_118 F.penduliflora_Vásquez_4685_120 F.penduliflora_Vasquez_3729a_128 F.robertreadii_Friesen_18606_135 F.penduliflora_Friesen_18605_136 F.robertreadii_s.n._143 F.albicans_Peters_06.0005_B010 69 F.albicans_Peters_06.0056_B011 F.petiolata_Peters_06.0115_B017 F.robertreadii_Peters_06.0126_B018 F.robertreadii_Peters_06.0131_B019 F.albicans_Peters_06.0014_B030 F.albicans_Peters_06.0102_B031 F.albicans_Kessler_13251_B032 F.penduliflora_Ibisch_02.0006_B035 F.penduliflora_NW09.00204 F.rexiae_NW09.01306 F.kroemeri_NW09.01710 F.spec._NW09.03609 Dy.estevesii_Esteves_Pereira_s.n._F40a 68 D.brevifolia_Balfanz_075_F42a D.lotteae_Hromadnik_5131_F44a E.horridum_Schindhelm_s.n._F46a 87 D.brevispicata_Hromadnik_5213_F51a P.albiflora_FRP_s.n._F15a P.loki_schmidtiae_Schmidt_s.n._F47a P.atrorubens_Schulte_280408_1_F34a P.rubronigriflora_Rauh_53676_F48a

Anhang 7: 50 % Majority‐Rule‐Konsensusbaum der Maximum Parsimonie‐Analyse basierend auf Sequenzdaten von 99 Akzessionen des Markers psbB‐psbH, inklusive Indelkodierung, Bootstrapwerte oberhalb der Äste. Dy.=Dyckia, D.=Deuterocohnia, P.=Pitcairnia

Natascha Wagner, Universität Kassel 181 Anhang

F.penduliflora_Vásquez_3762_34a 66 F.penduliflora_Rex&Schulte301002_3_118 F.penduliflora_Vásquez_4685_120 F.penduliflora_Friesen_18605_136 F.penduliflora_NW09.00204 64 F.penduliflora_Vásquez_4003_45a F.penduliflora_Peters_06.0138_B014 F.penduliflora_Peters_06.0142_B015 F.penduliflora_Ibisch_98.0098_18c F.penduliflora_Vásquez_3817_22c 82 F.heterophylla_Vásquez_3661_26c F.penduliflora_Vásquez_3406_35a F.penduliflora_Vásquez_4051b_46d F.penduliflora_Ibisch_00.0036_50b 88 F.penduliflora_Vásquez_3624_55a F.penduliflora_Müller_150_93a F.penduliflora_Ibisch_02.0006_B035 F.gracilis_Rex&Schulte_281002_6_117a F.gracilis_NW09.02109 66 F.weddelliana_Vásquez_3636a_12b F.weddelliana_Vásquez_3612_13a 64 F.weddelliana_Nowicki_2076b_58c 94 F.weddelliana_Mijagawa_s.n._145 F.weddelliana_Vásquez_3627_36a F.weddelliana_Nowicki_2034_37a F.weddelliana_Vásquez_3620_56a F.cotacajensis_Kessler_9620b_76d F.christophii_Ibisch_98.0173_25f F.christophii_Ibisch_02.0002_B012 F.christophii_Nowicki_2364_B013 F.christophii_NW09.00510 F.micrantha_s.n._132 64 F.micrantha_Welz_3124_B034 F.micrantha_NSchuetz111210 F.micrantha_NSchuetz112001 62 100 F.villosula_NW09.01210 F.villosula_NW09.02410 F.villosula_Vásquez_4623_104a F.villosula_Peters_06.0105_B026 F.villosula_Peters_06.0109_B027 F.villosula_NW09.01904 66 F.weberbaueri_Vásquez_4656_121 F.weberbaueri_NW09.02510 63 F.weberbaueri_Vásquez_3570_48b F.weberbaueri_Müller_217_95c F.batistana_Fernandes_daSilva_s.n.129 F.weberbaueri_Krömer_7286_138 F.rusbyi_Friesen_18604_141 61 F.rusbyi_Peters_06.0076_B020 F.rusbyi_NW09.00810 F.rusbyi_NW09.01812 F.rusbyi_NW09.03810 99 F.spectabilis_Cathcart_B17_144 F.spectabilis_Peters_06.0045_B025 95 58 F.vasquezii_Ibisch_98.0117_23b F.windischii_Leme_7144_B021 F.windischii_Leme_7145_B022 F.hatschbachii_Leme_7100_B033 F.floridensis_NW09.00310 F.rusbyi_Nowicki_2061_60a F.vasquezii_Ibisch_98.0116_63b F.floridensis_Ibisch_02.0001_67a F.rusbyi_Rex&Schulte_251002_3_107b F.yuvinkae_Vásquez_4510_140 F.yuvinkae_Reichle_SR1_72a F.windischii_Ibisch_03.0016_139 F.albicans_Vásquez_4626b_94c F.albicans_Peters_06.0102_B031 F.caulescens_Rauh_40579a_3a F.rexiae_Vásquez_3673_9d F.kroemeri_Krömer_1398b_28b F.albicans_Vásquez_3617_62a F.graminea_Müller_216_71a 72 F.petiolata_Peters_06.0115_B017 F.albicans_Kessler_13251_B032 F.rexiae_NW09.01306 F.kroemeri_NW09.01710 F.spec._NW09.03609 F.albicans_Ibisch_98.0204_64a 58 F.penduliflora_Vasquez_3729a_128 F.robertreadii_s.n._143 F.albicans_Peters_06.0005_B010 F.albicans_Peters_06.0056_B011 F.albicans_Peters_06.0014_B030 F.robertreadii_s.n._86a F.robertreadii_Friesen_18606_135 F.robertreadii_Peters_06.0126_B018 F.robertreadii_Peters_06.0131_B019 F.petiolata_Peters_06.0097_B016 F.rusbyi_NW09.03710 63 Dy.estevesii_Esteves_Pereira_s.n._F40a 98 E.horridum_Schindhelm_s.n._F46a 94 D.brevispicata_Hromadnik_5213_F51a 100 D.brevifolia_Balfanz_075_F42a D.lotteae_Hromadnik_5131_F44a 100 P.albiflora_FRP_s.n._F15a 95 P.loki_schmidtiae_Schmidt_s.n._F47a P.atrorubens_Schulte_280408_1_F34a P.rubronigriflora_Rauh_53676_F48a Anhang 8: 50 % Majority‐Rule‐Konsensusbaum der Maximum Parsimonie‐Analyse basierend auf Sequenzdaten von 99 Akzessionen des Markers rpl32‐trnL, inklusive Indelkodierung, Bootstrapwerte oberhalb der Äste. Dy.=Dyckia, D.=Deuterocohnia, P.=Pitcairnia

182 Phylogeographie und Populationsgenetik in Fosterella Anhang

F.caulescens_Rauh_40579a_3a F.rexiae_Vásquez_3673_9d F.kroemeri_Krömer_1398b_28b 62 F.albicans_Vásquez_3617_62a F.albicans_Vásquez_4626b_94c F.albicans_Peters_06.0102_B031 F.rexiae_NW09.01306 F.kroemeri_NW09.01710 65 63 F.graminea_Müller_216_71a F.petiolata_Peters_06.0115_B017 F.spec._NW09.03609 54 F.albicans_Kessler_13251_B032 F.robertreadii_s.n._86a 98 F.robertreadii_Friesen_18606_135 F.robertreadii_s.n._143 F.robertreadii_Peters_06.0126_B018 51 F.robertreadii_Peters_06.0131_B019 F.albicans_Ibisch_98.0204_64a F.albicans_Peters_06.0005_B010 F.albicans_Peters_06.0056_B011 F.albicans_Peters_06.0014_B030 65 F.vasquezii_Ibisch_98.0117_23b F.vasquezii_Ibisch_98.0116_63b 63 F.windischii_Ibisch_03.0016_139 F.windischii_Leme_7145_B022 61 F.yuvinkae_Reichle_SR1_72a F.yuvinkae_Vásquez_4510_140 F.windischii_Leme_7144_B021 F.hatschbachii_Leme_7100_B033 F.rusbyi_Nowicki_2061_60a F.rusbyi_Rex&Schulte_251002_3_107b 63 F.rusbyi_Friesen_18604_141 62 F.rusbyi_Peters_06.0076_B020 87 F.rusbyi_NW09.00810 F.rusbyi_NW09.03810 86 F.rusbyi_NW09.01812 F.floridensis_Ibisch_02.0001_67a F.floridensis_NW09.00310 64 F.spectabilis_Cathcart_B17_144 F.spectabilis_Peters_06.0045_B025 63 F.weberbaueri_Vásquez_3570_48b F.weberbaueri_Müller_217_95c 65 F.weberbaueri_Krömer_7286_138 94 F.weberbaueri_Vásquez_4656_121 F.weberbaueri_NW09.02510 F.batistana_Fernandes_daSilva_s.n.129 F.heterophylla_Vásquez_3661_26c F.petiolata_Peters_06.0097_B016 F.rusbyi_NW09.03710 65 F.christophii_Ibisch_02.0002_B012 F.christophii_NW09.00510 F.christophii_Ibisch_98.0173_25f F.villosula_Vásquez_4623_104a F.micrantha_s.n._132 F.christophii_Nowicki_2364_B013 96 F.villosula_Peters_06.0105_B026 F.villosula_Peters_06.0109_B027 F.micrantha_Welz_3124_B034 F.villosula_NW09.01210 F.villosula_NW09.01904 F.villosula_NW09.02410 F.micrantha_NSchuetz111210 F.micrantha_NSchuetz112001 F.penduliflora_Ibisch_98.0098_18c 95 F.penduliflora_Vásquez_3817_22c F.penduliflora_Vásquez_3406_35a F.penduliflora_Vásquez_4003_45a F.penduliflora_Vásquez_4051b_46d 60 F.penduliflora_Ibisch_00.0036_50b F.penduliflora_Vásquez_3624_55a F.penduliflora_Müller_150_93a F.penduliflora_Vasquez_3729a_128 F.weddelliana_Mijagawa_s.n._145 F.penduliflora_Peters_06.0138_B014 F.penduliflora_Peters_06.0142_B015 F.penduliflora_Ibisch_02.0006_B035 62 F.penduliflora_Vásquez_3762_34a F.penduliflora_Rex&Schulte301002_3_118 63 91 F.penduliflora_Vásquez_4685_120 F.penduliflora_Friesen_18605_136 F.penduliflora_NW09.00204 65 F.gracilis_Rex&Schulte_281002_6_117a F.gracilis_NW09.02109 F.weddelliana_Vásquez_3636a_12b F.weddelliana_Vásquez_3612_13a 100 F.weddelliana_Vásquez_3627_36a F.weddelliana_Nowicki_2034_37a F.weddelliana_Vásquez_3620_56a F.weddelliana_Nowicki_2076b_58c F.cotacajensis_Kessler_9620b_76d 77 99 E.horridum_Schindhelm_s.n._F46a 97 D.brevispicata_Hromadnik_5213_F51a Dy.estevesii_Esteves_Pereira_s.n._F40a 87 D.brevifolia_Balfanz_075_F42a D.lotteae_Hromadnik_5131_F44a 99 P.albiflora_FRP_s.n._F15a P.loki_schmidtiae_Schmidt_s.n._F47a 99 P.atrorubens_Schulte_280408_1_F34a P.rubronigriflora_Rauh_53676_F48a

Anhang 9: 50 % Majority‐Rule‐Konsensusbaum der Maximum Parsimonie‐Analyse basierend auf Sequenzdaten von 99 Akzessionen des Markers rps16‐Intron, inklusive Indelkodierung, Bootstrapwerte oberhalb der Äste. Dy.=Dyckia, D.=Deuterocohnia, P.=Pitcairnia

Natascha Wagner, Universität Kassel 183 Anhang

F.robertreadii_s.n._86a F.robertreadii_Friesen_18606_135 F.robertreadii_s.n._143 F.robertreadii_Peters_06.0126_B018 F.robertreadii_Peters_06.0131_B019 F.caulescens_Rauh_40579a_3a F.rexiae_Vásquez_3673_9d F.kroemeri_Krömer_1398b_28b F.albicans_Vásquez_3617_62a F.graminea_Müller_216_71a F.albicans_Vásquez_4626b_94c F.petiolata_Peters_06.0115_B017 F.rusbyi_Peters_06.0076_B020 F.albicans_Peters_06.0102_B031 F.albicans_Kessler_13251_B032 F.rexiae_NW09.01306 F.kroemeri_NW09.01710 F.spec._NW09.03609 F.vasquezii_Ibisch_98.0117_23b F.yuvinkae_Vásquez_4510_140 F.windischii_Leme_7144_B021 F.vasquezii_Ibisch_98.0116_63b F.windischii_Ibisch_03.0016_139 F.hatschbachii_Leme_7100_B033 F.floridensis_NW09.00310 F.rusbyi_NW09.01812 F.rusbyi_Nowicki_2061_60a F.floridensis_Ibisch_02.0001_67a F.rusbyi_Friesen_18604_141 F.rusbyi_NW09.00810 F.rusbyi_NW09.03810 F.spectabilis_Cathcart_B17_144 F.spectabilis_Peters_06.0045_B025 F.rusbyi_NW09.03710 F.albicans_Ibisch_98.0204_64a F.penduliflora_Vasquez_3729a_128 F.albicans_Peters_06.0056_B011 F.albicans_Peters_06.0005_B010 F.penduliflora_Vásquez_3762_34a F.gracilis_Rex&Schulte_281002_6_117a F.yuvinkae_Reichle_SR1_72a F.rusbyi_Rex&Schulte_251002_3_107b F.penduliflora_Ibisch_98.0098_18c F.penduliflora_Vásquez_3817_22c F.heterophylla_Vásquez_3661_26c F.penduliflora_Vásquez_3406_35a F.penduliflora_Vásquez_4003_45a F.penduliflora_Vásquez_4051b_46d F.penduliflora_Ibisch_00.0036_50b 90 F.penduliflora_Vásquez_3624_55a F.penduliflora_Müller_150_93a F.penduliflora_Rex&Schulte301002_3_1 F.penduliflora_Vásquez_4685_120 F.penduliflora_Friesen_18605_136 58 F.penduliflora_Peters_06.0138_B014 F.penduliflora_Peters_06.0142_B015 F.petiolata_Peters_06.0097_B016 F.albicans_Peters_06.0014_B030 F.penduliflora_Ibisch_02.0006_B035 F.penduliflora_NW09.00204 F.gracilis_NW09.02109 F.windischii_Leme_7145_B022 54 F.villosula_Peters_06.0105_B026 F.villosula_Peters_06.0109_B027 F.christophii_Ibisch_98.0173_25f F.villosula_Vásquez_4623_104a 63 F.micrantha_Welz_3124_B034 F.villosula_NW09.01210 F.villosula_NW09.01904 F.villosula_NW09.02410 F.micrantha_NSchuetz111210 F.micrantha_NSchuetz112001 96 F.micrantha_s.n._132 F.christophii_Ibisch_02.0002_B012 F.christophii_Nowicki_2364_B013 F.christophii_NW09.00510 F.weberbaueri_Vásquez_3570_48b 96 57 F.weberbaueri_Vásquez_4656_121 F.batistana_Fernandes_daSilva_s.n.129 60 F.weberbaueri_Krömer_7286_138 F.weberbaueri_NW09.02510 F.weberbaueri_Müller_217_95c 52 F.weddelliana_Vásquez_3627_36a F.weddelliana_Nowicki_2034_37a 99 F.weddelliana_Mijagawa_s.n._145 100 F.weddelliana_Vásquez_3612_13a F.cotacajensis_Kessler_9620b_76d F.weddelliana_Vásquez_3636a_12b F.weddelliana_Vásquez_3620_56a F.weddelliana_Nowicki_2076b_58c 98 68 E.horridum_Schindhelm_s.n._F46a D.brevispicata_Hromadnik_5213_F51a Dy.estevesii_Esteves_Pereira_s.n._F40a 68 94 D.brevifolia_Balfanz_075_F42a D.lotteae_Hromadnik_5131_F44a 99 P.atrorubens_Schulte_280408_1_F34a P.rubronigriflora_Rauh_53676_F48a P.albiflora_FRP_s.n._F15a P.loki_schmidtiae_Schmidt_s.n._F47a

Anhang 10: 50 % Majority‐Rule‐Konsensusbaum der Maximum Parsimonie‐Analyse basierend auf Sequenzdaten von 99 Akzessionen des Markers rps16‐trnK, mit kodierten Indels, Bootstrapwerte oberhalb der Äste. Dy.=Dyckia, D.=Deuterocohnia, P.=Pitcairnia

184 Phylogeographie und Populationsgenetik in Fosterella Anhang

65 F.rusbyi_Nowicki_2061_60a F.rusbyi_Friesen_18604_141 53 F.rusbyi_Peters_06.0076_B020 87 F.rusbyi_NW09.00810 F.rusbyi_NW09.03810 F.rusbyi_NW09.01812 56 F.floridensis_Ibisch_02.0001_67a F.floridensis_NW09.00310 F.windischii_Ibisch_03.0016_139 F.yuvinkae_Vásquez_4510_140 F.vasquezii_Ibisch_98.0116_63b F.vasquezii_Ibisch_98.0117_23b F.windischii_Leme_7144_B021 72 F.hatschbachii_Leme_7100_B033 F.spectabilis_Cathcart_B17_144 F.spectabilis_Peters_06.0045_B025 93 F.windischii_Leme_7145_B022 F.yuvinkae_Reichle_SR1_72a F.rusbyi_Rex&Schulte_251002_3_107b F.albicans_Peters_06.0014_B030 F.heterophylla_Vásquez_3661_26c F.petiolata_Peters_06.0097_B016 63 F.albicans_Vásquez_4626b_94c F.albicans_Peters_06.0102_B031 F.caulescens_Rauh_40579a_3a F.rexiae_Vásquez_3673_9d 59 F.kroemeri_Krömer_1398b_28b 58 F.albicans_Vásquez_3617_62a 86 F.rexiae_NW09.01306 94 F.kroemeri_NW09.01710 F.albicans_Kessler_13251_B032 65 F.graminea_Müller_216_71a 77 F.petiolata_Peters_06.0115_B017 F.spec._NW09.03609 F.robertreadii_s.n._86a 100 F.robertreadii_Friesen_18606_135 F.robertreadii_s.n._143 F.robertreadii_Peters_06.0126_B018 F.robertreadii_Peters_06.0131_B019 F.albicans_Ibisch_98.0204_64a 70 F.albicans_Peters_06.0056_B011 90 F.albicans_Peters_06.0005_B010 F.rusbyi_NW09.03710 61 F.villosula_Peters_06.0105_B026 F.villosula_Peters_06.0109_B027 65 F.villosula_NW09.01210 F.villosula_NW09.02410 72 F.villosula_Vásquez_4623_104a F.micrantha_s.n._132 F.micrantha_Welz_3124_B034 F.villosula_NW09.01904 100 F.micrantha_NSchuetz111210 F.micrantha_NSchuetz112001 72 F.christophii_Ibisch_98.0173_25f 88 F.christophii_Nowicki_2364_B013 95 53 F.christophii_Ibisch_02.0002_B012 F.christophii_NW09.00510 71 52 F.weberbaueri_Vásquez_3570_48b F.weberbaueri_Krömer_7286_138 75 F.weberbaueri_Müller_217_95c 100 81 F.weberbaueri_Vásquez_4656_121 F.weberbaueri_NW09.02510 100 F.batistana_Fernandes_daSilva_s.n.129 63 F.penduliflora_Vásquez_4003_45a F.penduliflora_Peters_06.0138_B014 F.penduliflora_Peters_06.0142_B015 63 F.penduliflora_Vásquez_3817_22c F.penduliflora_Vásquez_4051b_46d F.penduliflora_Vásquez_3624_55a F.penduliflora_Vásquez_3762_34a 64 F.penduliflora_Rex&Schulte301002_3_118 70 F.penduliflora_Vásquez_4685_120 F.penduliflora_Friesen_18605_136 84 F.penduliflora_NW09.00204 F.penduliflora_Ibisch_98.0098_18c F.penduliflora_Vásquez_3406_35a 86 F.penduliflora_Ibisch_00.0036_50b 74 F.penduliflora_Müller_150_93a 92 F.penduliflora_Ibisch_02.0006_B035 99 F.gracilis_Rex&Schulte_281002_6_117a F.gracilis_NW09.02109 F.penduliflora_Vasquez_3729a_128 80 81 F.weddelliana_Vásquez_3612_13a F.cotacajensis_Kessler_9620b_76d F.weddelliana_Vásquez_3636a_12b 79 F.weddelliana_Vásquez_3627_36a 100 F.weddelliana_Nowicki_2034_37a F.weddelliana_Vásquez_3620_56a F.weddelliana_Nowicki_2076b_58c F.weddelliana_Mijagawa_s.n._145 87 Dy.estevesii_Esteves_Pereira_s.n._F40a 100 E.horridum_Schindhelm_s.n._F46a 100 D.brevispicata_Hromadnik_5213_F51a 100 D.brevifolia_Balfanz_075_F42a D.lotteae_Hromadnik_5131_F44a 100 P.albiflora_FRP_s.n._F15a 100 P.loki_schmidtiae_Schmidt_s.n._F47a P.atrorubens_Schulte_280408_1_F34a P.rubronigriflora_Rauh_53676_F48a

Anhang 11: 50 % Majority‐Rule‐Konsensusbaum der Maximum Parsimonie‐Analyse basierend auf Sequenzdaten von 99 Akzessionen der sechs kombinierten Chloroplasten‐ marker ohne Indelkodierung, Bootstrapwerte oberhalb der Äste. Dy.=Dyckia, D.=Deuterocohnia, P.=Pitcairnia

Natascha Wagner, Universität Kassel 185 Anhang

55 F.rusbyi_Nowicki_2061_60a F.rusbyi_Friesen_18604_141 F.rusbyi_Peters_06.0076_B020 80 F.rusbyi_NW09.00810 F.rusbyi_NW09.01812 F.rusbyi_NW09.03810 F.floridensis_Ibisch_02.0001_67a F.floridensis_NW09.00310 F.windischii_Ibisch_03.0016_139 F.yuvinkae_Vásquez_4510_140 F.vasquezii_Ibisch_98.0116_63b F.vasquezii_Ibisch_98.0117_23b F.windischii_Leme_7144_B021 78 F.hatschbachii_Leme_7100_B033 100 F.spectabilis_Cathcart_B17_144 F.spectabilis_Peters_06.0045_B025 86 F.windischii_Leme_7145_B022 F.yuvinkae_Reichle_SR1_72a F.rusbyi_Rex&Schulte_251002_3_107b F.albicans_Peters_06.0014_B030 98 F.heterophylla_Vásquez_3661_26c F.petiolata_Peters_06.0097_B016 62 F.albicans_Vásquez_4626b_94c F.albicans_Peters_06.0102_B031 F.caulescens_Rauh_40579a_3a 57 F.rexiae_Vásquez_3673_9d F.kroemeri_Krömer_1398b_28b 56 F.albicans_Vásquez_3617_62a 83 F.rexiae_NW09.01306 94 F.kroemeri_NW09.01710 F.albicans_Kessler_13251_B032 62 F.graminea_Müller_216_71a 76 F.petiolata_Peters_06.0115_B017 F.spec._NW09.03609 F.robertreadii_s.n._86a 100 F.robertreadii_Friesen_18606_135 F.robertreadii_s.n._143 F.robertreadii_Peters_06.0126_B018 F.robertreadii_Peters_06.0131_B019 F.albicans_Ibisch_98.0204_64a 72 F.albicans_Peters_06.0056_B011 F.albicans_Peters_06.0005_B010 83 F.rusbyi_NW09.03710 73 F.villosula_NW09.01210 F.villosula_NW09.02410 F.micrantha_NSchuetz111210 63 F.villosula_Peters_06.0105_B026 F.villosula_Peters_06.0109_B027 F.villosula_Vásquez_4623_104a 80 F.micrantha_Welz_3124_B034 F.villosula_NW09.01904 100 F.micrantha_NSchuetz112001 F.micrantha_s.n._132 F.christophii_Ibisch_98.0173_25f 73 F.christophii_Nowicki_2364_B013 97 F.christophii_Ibisch_02.0002_B012 F.christophii_NW09.00510 69 51 F.weberbaueri_Vásquez_3570_48b 80 F.weberbaueri_Krömer_7286_138 F.weberbaueri_Müller_217_95c 100 80 F.weberbaueri_Vásquez_4656_121 F.weberbaueri_NW09.02510 100 F.batistana_Fernandes_daSilva_s.n.129 F.penduliflora_Peters_06.0138_B014 62 F.penduliflora_Peters_06.0142_B015 61 F.penduliflora_Vásquez_4003_45a F.penduliflora_Vásquez_3817_22c F.penduliflora_Vásquez_4051b_46d F.penduliflora_Vásquez_3624_55a F.penduliflora_Vásquez_3762_34a 63 F.penduliflora_Vásquez_4685_120 76 F.penduliflora_Rex&Schulte301002_3_118 F.penduliflora_Friesen_18605_136 F.penduliflora_NW09.00204 F.penduliflora_Ibisch_98.0098_18c 83 F.penduliflora_Vásquez_3406_35a F.penduliflora_Ibisch_00.0036_50b 91 99 F.penduliflora_Müller_150_93a F.penduliflora_Ibisch_02.0006_B035 88 83 F.gracilis_Rex&Schulte_281002_6_117a F.gracilis_NW09.02109 F.penduliflora_Vasquez_3729a_128 72 80 F.weddelliana_Vásquez_3612_13a F.cotacajensis_Kessler_9620b_76d F.weddelliana_Vásquez_3636a_12b 72 F.weddelliana_Vásquez_3627_36a 100 F.weddelliana_Nowicki_2034_37a F.weddelliana_Vásquez_3620_56a F.weddelliana_Nowicki_2076b_58c F.weddelliana_Mijagawa_s.n._145 91 Dy.estevesii_Esteves_Pereira_s.n._F40a 100 E.horridum_Schindhelm_s.n._F46a 100 D.brevispicata_Hromadnik_5213_F51a 100 D.brevifolia_Balfanz_075_F42a D.lotteae_Hromadnik_5131_F44a 100 P.albiflora_FRP_s.n._F15a P.loki_schmidtiae_Schmidt_s.n._F47a 100 P.atrorubens_Schulte_280408_1_F34a P.rubronigriflora_Rauh_53676_F48a Anhang 12: Strict‐Konsensusbaum der Maximum Parsimonie‐Analyse basierend auf Sequenzdaten von 99 Akzessionen der sechs kombinierten Chloroplastenmarker inklusive Indelkodierung, Bootstrapwerte oberhalb der Äste. Dy.=Dyckia, D.=Deuterocohnia, P.=Pitcairnia

186 Phylogeographie und Populationsgenetik in Fosterella Anhang

63 F_albicans_Peters_06_0102_B031 F_albicans_Vasquez_4626b_94c F_rexiae_Vasquez_3673_9d F_kroemeri_Kroemer_1398b_28b 64 F_albicans_Vasquez_3617_62a F_kroemeri_NW09_01710 63 F_caulescens_Rauh_40579a_3a F_rexiae_NW09_01306 97 F_albicans_Kessler_13251_B032 F_petiolata_Peters_06_0115_B017 65 F_spec__NW09_03609 F_graminea_Mueller_216_71a F_robertreadii_Peters_06_0131_B019 F_robertreadii_Peters_06_0126_B018 63 100 F_robertreadii_Friesen_18606_135 F_robertreadii_s_n__86a F_robertreadii_s_n__143 F_albicans_Peters_06_0014_B030 59 F_albicans_Ibisch_98_0204_64a F_albicans_Peters_06_0056_B011 F_albicans_Peters_06_0005_B010 F_rusbyi_NW09_03710 76 F_rusbyi_Friesen_18604_141 F_rusbyi_Nowicki_2061_60a 56 F_rusbyi_Peters_06_0076_B020 95 F_rusbyi_NW09_00810 F_rusbyi_NW09_03810 F_rusbyi_NW09_01812 94 100 F_spectabilis_Cathcart_B17_144 F_spectabilis_Peters_06_0045_B025 64 F_floridensis_Ibisch_02_0001_67a F_floridensis_NW09_00310 F_vasquezii_Ibisch_98_0117_23b F_windischii_Leme_7145_B022 F_windischii_Leme_7144_B021 F_hatschbachii_Leme_7100_B033 61 F_vasquezii_Ibisch_98_0116_63b F_yuvinkae_Vasquez_4510_140 99 F_windischii_Ibisch_03_0016_139 F_yuvinkae_Reichle_SR1_72a 100 F_rusbyi_Rex_Schulte_251002_3_107b F_heterophylla_Vasquez_3661_26c 95 F_petiolata_Peters_06_0097_B016 82 F_villosula_NW09_01210 F_villosula_NW09_02410 F_micrantha_NSchuetz111210 F_micrantha_Welz_3124_B034 F_micrantha_NSchuetz112001 F_micrantha_s_n__132 F_villosula_Vasquez_4623_104a 86 F_villosula_NW09_01904 100 74 F_villosula_Peters_06_0105_B026 F_villosula_Peters_06_0109_B027 76 F_christophii_Ibisch_98_0173_25f 86 F_christophii_Nowicki_2364_B013 99 68 F_christophii_NW09_00510 F_christophii_Ibisch_02_0002_B012 83 F_weberbaueri_Kroemer_7286_138 56 F_weberbaueri_Vasquez_3570_48b 73 F_weberbaueri_Mueller_217_95c 100 89 F_weberbaueri_NW09_02510 F_weberbaueri_Vasquez_4656_121 100 F_batistana_Fernandes_daSilva_s_n_129 68 F_penduliflora_Vasquez_3762_34a 65 F_penduliflora_Vasquez_4685_120 84 F_penduliflora_Rex_Schulte301002_3_118 F_penduliflora_Friesen_18605_136 F_penduliflora_NW09_00204 F_penduliflora_Vasquez_3406_35a F_penduliflora_Ibisch_98_0098_18c F_penduliflora_Mueller_150_93a F_penduliflora_Ibisch_00_0036_50b 64 F_penduliflora_Vasquez_4051b_46d F_penduliflora_Vasquez_3624_55a 62 65 F_penduliflora_Vasquez_3817_22c F_penduliflora_Peters_06_0138_B014 95 F_penduliflora_Vasquez_4003_45a 98 F_penduliflora_Peters_06_0142_B015 99 F_penduliflora_Ibisch_02_0006_B035 100 F_gracilis_Rex_Schulte_281002_6_117a F_gracilis_NW09_02109 F_penduliflora_Vasquez_3729a_128 92 91 F_weddelliana_Vasquez_3612_13a 79 F_cotacajensis_Kessler_9620b_76d F_weddelliana_Vasquez_3636a_12b F_weddelliana_Vasquez_3627_36a 100 95 F_weddelliana_Nowicki_2034_37a 100 F_weddelliana_Vasquez_3620_56a F_weddelliana_Nowicki_2076b_58c 90 F_weddelliana_Mijagawa_s_n__145 100 E_horridum_Schindhelm_s_n__F46a 100 Dy_estevesii_Esteves_Pereira_s_n__F40a 100 D_brevispicata_Hromadnik_5213_F51a D_brevifolia_Balfanz_075_F42a 100 D_lotteae_Hromadnik_5131_F44a P_atrorubens_Schulte_280408_1_F34a 100 P_rubronigriflora_Rauh_53676_F48a P_loki_schmidtiae_Schmidt_s_n__F47a P_albiflora_FRP_s_n__F15a

Anhang 13: Bootstrapbaum der Maximum Likelihood‐Analyse basierend auf Sequenzdaten von 99 Akzessionen der sechs kombinierten Chloroplastenmarker inkl. Indelkodierung, Bootstrapwerte oberhalb der Äste. Dy.=Dyckia, D.=Deuterocohnia, P.=Pitcairnia

Natascha Wagner, Universität Kassel 187 Anhang

23b_FOSvasquezii B028_FOSvasquezii 63b_FOSvasquezii 54 B022_FOSwindischii 139a_FOSwindischii B029_FOSwindischii B021_FOSwindischii 28b_FOSkroemeri NW17_10_FOSkroemeri NW38_10_FOSrusbyi B017_FOSpetiolata 70 140a_FOSyuvinkae NW18_12_FOSrusbyi NW20_10_FOSspec NW0810_FOSrusbyi 107b_FOSrusbyi 141b_FOSrusbyi NW0310_FOSfloridensi NW13_06_FOScfrexiae NW12_10_FOSvillosula NW19_04_FOSvillosula 79 67a_FOSfloridensis 138_FOSweberbaueri NW24_10FOSspec NW35_10_FOSvillosula 121_FOSweberbaueri 100 NW25_10_FOSweberbaue 92 95c_FOSweberbaueri 48b_FOSweberbauerii B027_FOSvillosula 104a_FOSvillosula 76a_FOSvillosula B035_FOSpenduliflora FK_77FOSweddelliana 145_FOSweddelliana 37a_FOSweddelliana 13a_FOSweddelliana 76d_FOScotacajensis 56 56a_FOSweddelliana 82 58c_FOSweddelliana 36b_FOSweddelliana B030_FOSalbicans B020_FOSrusbyi 60a_FOSrusbyi 129_FOSbatistana 64a_FOSalbicans B011_FOSalbicans B031_FOSalbicans B032_FOSalbicans B010_FOSalbicans 100 FK_117FOSalbicans 128_FOSpenduliflora 52 62a_FOSalbicans 94c_FOSalbicans 71a_FOSgraminea 26c_FOSheterophylla 46d_FOSpenduliflora 45a_FOSpenduliflora B015_FOSpenduliflora 120_FOSpenduliflora 118_FOSpenduliflora 34a_FOSpenduliflora 18c_FOSpenduliflora 50b_FOSpenduliflora 55a_FOSpenduliflora 93a_FOSpenduliflora 136_FOSpenduliflora B024_FOSalbicans NW0204_FOSpenduliflo 22c_FOSpenduliflora 35a_FOSpenduliflora FK81_FOSpenduliflora 25f_FOSchristophii 71 B013_FOSchristophii 56 NSch111210_FOSmicran B034_FOSmicrantha NW3010_FOSchristophi NW0404_FOSchristophi NW0510_FOSchristophi B012_FOSchristophii B023_FOSkroemeri 135_FOSrobertreadii 86a_FOSrobertreadii 100 84 137b_FOSrobertreadii 143a_FOSrobertreadii B018_FOSrobertreadii B019_FOSrobertreadii 72a_FOSyuvinkae B033_FOShatschbachii B014_FOSpenduliflora NW0108_FOSpenduliflo B025_FOSspectabilis 100 FK_FOSspectabilis 87a_FOSspectabilis 144a_FOSspectabilis 62 117a_FOSgracilis NW36_10_FOSspec NW37_09_FOSpetiolata 3a_FOScaulescens 100 9d_FOSrexiae 80c_FOScaulescens 142a_FOScaulescens N120_D.lorenziana N192_D. digitata N144_D. recurvipetala 77 N199_D. schreiterii N112_D. brevispicata 100 N244_D. meziana N168_D. strobilifera N213 D. meziana N106_DEUbrevifolia Dy. granmogulensis Rauh 56484 (FK0007) 62 Dy. remotiflora Horst s.n. (FK0011 Dy. microcalyx Till 6021 (FK0009) Dy. brevifolia Braun 840 (FK0010) 100 Dy.velascana Till 5012 (FK0006 64 Dy. estevesii Braun s.n. (FK0001 Dy.estevesii Esteves Pereira s.n.(FK0005) Dy. estevesii Braun s.n. (FK0004) Puya ferruginea Rauh s.n. (FK0082 Pit. rubro-nigriflora 100 Pit. integrifolia Pit. lopezii O. elegans Til. usneoides

7.0 Anhang 14: Neighbour Joining‐Baum basierend auf Sequenzdaten von PHYC, Bootstrapwerte oberhalb der Äste. Dy.=Dyckia, D.=Deuterocohnia, P.=Pitcairnia, O=Ochagavia, Til.=Tillandsia

188 Phylogeographie und Populationsgenetik in Fosterella Anhang

Anhang 15 NeighbourNet‐Analyse der penduliflora‐Gruppe basierend auf 18 selektiven Primerkombinationen der AFLP‐Analysen. Die beiden Arten F. gracilis und F. penduliflora sind klar voneinander getrennt. Die Akzessionen der untersuchten sechs Populationen gruppieren ebenfalls relativ gut zusammen.

VI IV, V 0.12 0.12 III I, II Anhang 16 PCo‐Analyse der penduliflora‐Gruppe basierend auf -0.08-0.08 Dim-3 18 Primerkombinationen für 51 Individuen aus jeweils drei

-0.28-0.28 Populationen von F. gracilis (gelb, Dim-3 I=NW09.021 II=NW09.022, F. gracilis

F. penduliflora III=NW09.023) und F. penduliflora -0.48-0.48 (grün, IV=NW09.001, V=NW09.002, 0.38 Dim-2 0.240.24 VI=JP06.0054). Die beiden Arten sind 0.11 -0.03 gut voneinander getrennt. -0.39 -0.20-0.20 Außerdem gruppieren die Individuen -0.01-0.01 0.18 Dim-1 0.18 Dim-1 0.370.37 einer Population zusammen.

Natascha Wagner, Universität Kassel 189 Anhang

Elektronischer Anhang

Kombiniertes Alignment der sechs plastidären Loci atpB-rbcL, matK, psbB-psbH, rpl32-trnL, rps16-Intron, rps16-trnK

Alignment des nukleären Locus PHYC

0/1-Matrix der sechs selektiven Primerkombinationen der AFLP-Analyse für die penduliflora-Gruppe

0/1-Matrix der sechs selektiven Primerkombinationen der AFLP-Analyse für die micrantha-Gruppe

190 Phylogeographie und Populationsgenetik in Fosterella

Natascha Wagner, Universität Kassel 191 Danksagung

Danksagung

Ich danke allen Menschen, die an dieser Arbeit in irgendeiner Art und Weise teilhatten.

Zunächst danke ich Prof. Dr. Kurt Weising für die Bereitstellung und Betreuung meiner Promotion, für seine Unterstützung und für seine Hilfe in den vergangenen Jahren.

Ich danke der Arbeitsgruppe Systematik und Morphologie der Pflanzen der Universität Kassel für ein Zuhause, das ihr mir gegeben habt, viele nette Gespräche, die ein oder andere Kaffeepause, interessante Tagungen, die wir gemeinsam bewältigt haben und jede Menge Unterstützung in jeglicher Hinsicht. Es war eine außergewöhnlich schöne Arbeitsatmosphäre! Besonderer Dank geht an meine Bromelienkollegen, meine Mitdoktoranden, an unsere festen und ehemaligen Mitarbeiter, sowie Sabine und Ralf für die Unterstützung im Gewächshaus.

Mein Dank gilt Prof. Dr. Georg Zizka für seine Unterstützung meines Projekts, die sehr gute Kooperation, seine hilfreichen Anmerkungen und interessante Diskussionen. Nach jedem Gespräch mit ihm war ich motiviert weiter zu machen. Ein besonderer Dank geht an die Arbeitsgruppe Botanik und molekulare Evolutionsforschung des Senckenberginstituts. Ohne mein Praktikum in dieser Abteilung wäre ich nicht mit der wundervollen Welt der Bromelien in Berührung gekommen. In diesem Zusammenhang danke ich Dr. Katharina Schulte für die gemeinsame Arbeit am Fosterella-Projekt, das Vorwärtsbringen unserer Forschung und der dazugehörenden Veröffentlichungen, ihr Mutmachen und ihre freundliche Unterstützung.

Den Mitarbeitern, vor allem Ingo Michalak, Daniele Silvestro, Marco Schmidt, Birgit Kanz, Sascha Heller, Juraj Paule und vielen anderen danke ich für ihre Gastfreundschaft, die großartige Kooperation, die Beantwortung jeglicher Fragen, den ein oder anderen Espresso, viel Pasta sowie die gemeinsamen Projekte.

Ich danke Prof. Dr. Pierre Ibisch für die nette Kooperation, die Beantwortung meiner Fragen zum Thema Fosterella und viele wertvolle Diskussionsbeiträge bei unseren Bromelientreffen. Gleiches gilt für Jule Peters, die durch ihre Vorarbeiten mein Projekt ermöglichte und mir jederzeit ihre Unterstützung in taxonomischen Fragen angeboten hat.

192 Phylogeographie und Populationsgenetik in Fosterella Danksagung

Besonderer Dank geht an Nicole Schütz. Die gemeinsame Zeit wird immer in meinem Gedächtnis bleiben. Vielen Dank für viele Kaffeepausen, die immerwährende Versorgung mit Lebensmitteln, interessante und weiterbringende Diskussionen, deine Unterstützung bei meiner Arbeit. Danke für die gemeinsame und sehr beeindruckende Reise nach Bolivien – la aventura grande. Und danke für deine Reise nach Mexiko.

Ich danke Roberto Vásquez, Raul Lara, Pablo Blacutt und Stephan Beck für die Unterstützung während der Sammelreise in Bolivien und die Zusammenarbeit mit dem Herbario Nacional de Bolivia, La Paz. Außerdem danke ich den Mitarbeitern des Centro de Investigación Científica de Yucatán, A.C. (CICY), insbesondere Ivón M. Ramírez-Morillo, Germán Carnevali Fernández-Concha, Juan Pablo Pinzon, Rodrigo Duno, Gregorio Amílcar Castillo, Carlos Leopardi, Carlos Jiménez für die Unterstützung während der Sammelreise nach Mexiko. Weiterhin danke ich Timm Stolten für die Unterstützung beim Sammeln und für die Pflege der Bromelien im Botanischen Garten Heidelberg.

Ein großer Dank geht an das Team des Jodrell Laboratory in Kew, London. Das war eine großartige Zeit für mich, vielen Dank für die Unterstützung bei der Entwicklung nukleärer single-copy Marker und die in mir geweckte Begeisterung für "Tea time". Ich durfte viele herausragende Menschen kennen lernen. Besonderer Dank gilt Dr. Felix Forest, Prof. Dr. Mark Chase, Dr. Mike Fay, Edith Campiro, Thelma Barbará, Maria Kaye, James Clarkson, Dion Devey, Leonardo Versieux, Imalka Kahandalawa, Juan Viruel, Mine Koçyiğit, Benedetta Bernadini, Claudia Leme, Leonie Suter und vielen anderen.

Ich danke Ronny Brandt, für viele nette Gespräche über Gott und die Welt, über unsere Forschung und neue Projekte. Die regelmäßige Versorgung mit Kaffee, das Beobachten von Vögeln, das Kartoffelkäferprojekt und zuletzt unsere Büromäuse Pina und Colada haben das Uni-Leben doch sehr bereichert.

Nicht zuletzt möchte ich mich bei meinem Mann Marco, bei meinem Bruder Tobi, bei meinen Eltern und bei Anthea bedanken. Herzlichen Dank für die großartige Unterstützung meiner Arbeit. Ohne euer "Du schaffst das!" wäre ich nie so weit gekommen. Danke! Außerdem danke ich allen lieben Freunden und Bekannten für ihre Unterstützung in vielfältiger Weise.

Natascha Wagner, Universität Kassel 193

Erklärung

Hiermit versichere ich, dass ich die vorliegende Dissertation selbstständig und ohne unerlaubte Hilfe angefertigt und andere als die in der Dissertation angegebenen Hilfsmittel nicht benutzt habe. Alle Stellen, die wörtlich oder sinngemäß aus veröffentlichten oder unveröffentlichten Schriften entnommen sind, habe ich als solche kenntlich gemacht. Kein Teil dieser Arbeit ist in einem anderen Promotions‐ oder Habilitationsverfahren verwendet worden.

Kassel, Dezember 2012