UNIVERSIDADE FEDERAL DO CEARÁ CENTRO DE CIÊNCIAS AGRÁRIAS DEPARTAMENTO DE ENGENHARIA DE PESCA CURSO DE MESTRADO EM ENGENHARIA DE PESCA
BIOLOGIA REPRODUTIVA DO PACU Myleus micans (Lütken, 1875)
(CHARACIDAE : SERRASALMINAE) DO RIO SÃO FRANCISCO,
REGIÃO DE TRÊS MARIAS, MINAS GERAIS
KLEBER BIANA SANTIAGO
FORTALEZA
2006 ii
BIOLOGIA REPRODUTIVA DO PACU Myleus micans (Lütken, 1875)
(CHARACIDAE : SERRASALMINAE) DO RIO SÃO FRANCISCO,
REGIÃO DE TRÊS MARIAS, MINAS GERAIS
KLEBER BIANA SANTIAGO
______
DISSERTAÇÃO SUBMETIDA AO PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM ENGENHARIA DE PESCA, COMO PARTE DOS REQUISITOS PARA A OBTENÇÃO DO GRAU DE MESTRE PELA UNIVERSIDADE FEDERAL DO CEARÁ.
FORTALEZA 2006
iii
Esta dissertação foi submetida à Coordenação do Programa de Pós-Graduação em Engenharia de Pesca, do Centro de Ciências Agrárias da Universidade Federal do Ceará, como parte dos requisitos necessários à obtenção do grau de Mestre em Engenharia de Pesca, outorgado pela Universidade Federal do Ceará e encontra-se à disposição dos interessados na Biblioteca de Ciências e Tecnologia da referida Universidade. A transcrição de qualquer trecho desta dissertação é permitida, desde que seja feita de acordo com as normas da ética científica.
______Kleber Biana Santiago
DISSERTAÇÃO APROVADA EM ___/____/____
______Prof. Dr. Manuel Antonio Andrade Furtado Neto Departamento de Engenharia de Pesca - UFC Orientador
______Prof. Dr. Nilo Bazzoli Pontifícia Universidade Católica de Minas Gerais Co-Orientador
______Prof. Dr. Raimundo Nonato de Lima Conceição Departamento de Engenharia de Pesca Universidade Federal do Ceará (UFC)
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A coleta de dados foi realizada na Estação de Hidrobiologia e Piscicultura de
Três Marias – 1a EPT/CODEVASF – e a parte prática desta Dissertação foi feita no Laboratório de Ictiologia do Programa de Pós-graduação em
Zoologia de Vertebrados da Pontifícia Universidade Católica de Minas
Gerais, em Belo Horizonte, MG, sob co-orientação do Prof. Dr. Nilo Bazzoli, com apoio do Convênio CEMIG/CODEVASF.
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Aos meus filhos, Kaique e Isabelle. É por vocês, que a cada dia eu busco a energia para enfrentar as adversidades e a serenidade necessária para exercer com dignidade e justiça o meu papel de cidadão.
A DEUS, vi
Pela oportunidade de, num país em que o analfabetismo é uma realidade, eu me sentir PRIVILEGIADO em poder agora estar concluindo meu mestrado.
Aos meus pais, Santiago, Ivone.
Um certo dia, ainda adolescente, conversando com vocês, escutei a seguinte frase: “Meu filho, aproveite a oportunidade para estudar enquanto estamos vivos, porque esta, é a única riqueza que podemos deixar pra você e que ninguém jamais lhe tomará.” Eu não tinha noção do que estava escutando, mas vocês, mesmo não tendo tido esta oportunidade, sabiam da sua importância. Hoje, esta chave está me abrindo mais uma porta. Quis o grande Pai que vocês assistissem ao lado dele, mais esta minha conquista, que agora eu os dedico com todo o AMOR e SAUDADE que um filho possa sentir.
vii
AGRADECIMENTOS
À minha Família, pela presença e apoio incondicionais na minha vida, nos momentos felizes e principalmente nos de angústia e de sofrimento.
Ao Prof. Dr. e Orientador Manuel Antonio Andrade Furtado Neto pela amizade, pela compreensão, pela confiança, pelo companheirismo, e pela valiosa colaboração científica na condução e orientação desta Dissertação.
Ao Prof. Dr. e Co-Orientador Nilo Bazzoli, pelo exemplo profissional, pela disponibilização do Laboratório de Ictiologia do Mestrado em Zoologia dos Vertebrados da Pontifícia Universidade Católica de Minas Gerais – PUC-MG, pela valiosa ajuda técnica e científica durante a confecção e diagnóstico das lâminas, pela confecção das fotos utilizadas neste trabalho, pela gentileza de aceitar participar de minha banca examinadora, e, principalmente pelo privilégio de poder chamá-lo de Amigo.
Ao Prof. Dr. Raimundo Nonato de Lima Conceição pela revisão deste trabalho e pela gentileza de aceitar participar de minha banca examinadora.
A Profa. Dra. Sílvia Maria de Freitas do Departamento de Estatística e Matemática Aplicada, pela inestimada ajuda prestada na discussão das análises estatísticas desta Dissertação.
Ao Dr. Yoshimi Sato, Chefe da Estação de Hidrobiologia e Piscicultura de Três Marias – 1ª EPT, pelo incentivo, pelo exemplo de vida profissional, pelas críticas e sugestões ao presente trabalho, e principalmente pela amizade e companheirismo.
A Companhia de Desenvolvimento dos Vales do São Francisco e do Parnaíba – CODEVASF, da qual tenho orgulho de fazer parte de seu quadro técnico, pela oportunidade de aperfeiçoamento profissional que me foi concedida.
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Ao Biólogo Dr. Edson Vieira Sampaio, ao Engenheiro de Pesca M.Sc. José Cláudio Epaminondas dos Santos e demais colegas da Estação de Hidrobiologia e Piscicultura de Três Marias – 1ª EPT, pelo apoio e colaboração durante a coleta e organização dos dados. Ao técnico Rogério (PUC-MG), pela confecção das lâminas histológicas.
Aos colegas, professores e amigos do Curso de Mestrado de Engenharia de Pesca com os quais pude partilhar momentos de profissionalismo, aprendizado e companheirismo.
À Coordenação do Programa de Pós Graduação em Engenharia de Pesca da Universidade Federal do Ceará pelo apoio prestado sempre que solicitado.
A todos que direta ou indiretamente tenha contribuído em qualquer aspecto para a execução deste trabalho. ix
SUMÁRIO página
LISTA DE TABELAS xii
LISTA DE FIGURAS xiii
RESUMO xv
ABSTRACT xvi
1. INTRODUÇÃO 1
1.1 Objetivos 5
1.1.1 Geral 5
1.1.2. Específicos 5
2. REVISÃO BIBLIOGRÁFICA 6
2.1. Biologia de Peixes da Ordem Characiformes 6
2.1.1. Subfamília Serrasalminae da Família Characidae 8
2.2. O Pacu, Myleus micans (Lütken, 1875) 10
2.3. Biologia Reprodutiva 11
3. METODOLOGIA 15
3.1. Área de estudo 15
3.2. Coletas de exemplares de pacu (Myleus micans) e Fatores 16 Abióticos 3.3. Morfologia, Gametogênese e determinação dos Estádios de 18 maturação gonadal e do tipo de desova 3.4. Análises Histológicas 19
3.5. Obtenção de Comprimento e Peso 19
3.6. Análise Quantitativa da Atividade Reprodutiva (Índices 20 Biológicos) 3.7. Relação peso corporal / comprimento padrão 20
3.8. Estrutura populacional e proporção sexual 21
3.9. Análises estatísticas 21
x
4. RESULTADOS 22
4.1. Morfologia das Gônadas, Gametogênese e Determinação dos 22 Estádios do ciclo reprodutivo e do tipo de desova 4.1.1. Morfologia dos Testículos 22
4.1.2. Espermatogênese 22
4.1.2.1. Espermatogônias Primárias (G1) 23
4.1.2.2. Espermatogônias secundárias (G2) 23
4.1.2.3. Espermatócitos primários (C1) 23
4.1.2.4. Espermatócitos secundários (C2) 24
4.1.2.5. Espermátides (T) 24
4.1.2.6. Espermatozóides (Z) 25
4.1.3. Estádios de maturação gonadal de machos 25
4.1.4. Freqüência bimestral dos estádios de maturação gonadal de 31 machos 4.1.5. Morfologia dos Ovários 32
4.1.6. Ovogênese 32
4.1.6.1. Ovócitos perinucleolares iniciais (O1) 33
4.1.6.2. Ovócitos perinucleares avançados (O2) 33
4.1.6.3. Ovócitos pré-vitelogênicos (O3) 33
4.1.6.4. Ovócitos vitelogênicos (O4) 34
4.1.7. Atresia folicular e Folículo pós-ovulatório 34
4.1.8. Estádios de maturação gonadal de fêmeas 35
4.1.9. Freqüência bimestral dos estádios de maturação gonadal das 40 fêmeas 4.2. Análise Quantitativa da Atividade Reprodutiva (Índices 41 Biológicos) 4.3. Relação peso corporal / comprimento padrão 45
4.4. Estrutura populacional de M. micans 46
4.4.1. Proporção sexual 46 xi
5. DISCUSSÃO 48
5.1. Morfologia das Gônadas, Gametogênese e Determinação dos 48 Estádios do ciclo reprodutivo e do tipo de desova 5.1.1. Morfologia dos testículos 48
5.1.2. Espermatogênese 49
5.1.3. Morfologia dos Ovários 50
5.1. 4. Ovogênese 51
5.1.5. Estádios de maturação gonadal de machos e fêmeas, e tipo de 52 desova de M. micans 5.2. Análise Quantitativa da Atividade Reprodutiva (Índices 54 Biológicos) 5.3. Relação peso corporal / comprimento padrão 56
5.4. Estrutura populacional de M. micans 56 6. CONCLUSÕES 57
7. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS 58
xii
LISTA DE TABELAS
página Tabela 1 Distribuição bimestral das freqüências absoluta (Fa) e 31 relativa (Fr) dos estádios de maturação gonadal de machos de M. Micans do rio São Francisco, região de Três Marias, MG, no período de junho/02 a maio/03
Tabela 2 Distribuição bimestral das freqüências absoluta (Fa) e 40 relativa (Fr) dos estádios do ciclo reprodutivo de fêmeas de M. Micans do rio São Francisco, região de Três Marias, MG, no período de junho/02 a maio/03
Tabela 3 Valores médios e respectivos desvios padrões dos 41 índices gonadossomáticos (IGS), hepatossomáticos (IHS) e fatores de condição (k1 e k2), para machos e fêmeas de M. micans do rio São Francisco, região de Três Marias, MG, no período de junho/02 a maio/03
Tabela 4 Valores de comprimento total (Ct) e padrão (Cp) em 45 centímetros (cm) e peso corporal (Pc) em gramas (g) de fêmeas e machos de Myleus micans do rio São Francisco, região de Três Marias, Minas Gerais
Tabela 5 Freqüência absoluta do Comprimento Padrão (Ls), em 47 centímetros de machos e fêmeas de Myleus micans do rio São Francisco, região de Três Marias, Minas Gerais, capturados no período de junho/02 a maio/03
xiii
LISTA DE FIGURAS
página Figura 1 Mapa do rio São Francisco, na região de Três Marias, 16 entre a Usina Hidrelétrica (UHE) e a “Cachoeira Grande”
Figura 2 Captura de peixes com o uso de tarrafas 17
Figura 3 Exemplar de pacu, Myleus micans (Lütken, 1875) 17
Figura 4 Seção transversal de testículo de M. micans 24
Figura 5 Testículo imaturo de M. micans contendo raras 25 espermatogônias
Figura 6 Testículo em repouso de M. micans contendo 26 espermatogônias primárias (G1) e espermatogônias secundárias (G2)
Figura 7 Testículo em maturação inicial de M. micans contendo 27 pequena quantidade de espermatozóides (Z) no lume dos túbulos seminíferos
Figura 8 Testículo em maturação avançada/maduro de M. 28 micans com lume dos túbulos seminíferos repleto de espermatozóides (Z)
Figura 9 Testículo parcialmente espermeado de M. micans com 29 lume dos túbulos seminíferos aberto e com pequena quantidade de espermatozóides (Z)
Figura 10 Testículo totalmente espermeado de M. micans com 30 túbulos seminíferos contendo somente espermatogônias na parede e lume aberto podendo conter espermatozóides residuais
Figura 11 Ovário Imaturo de M. micans 35
Figura 12 Ovário em repouso de M. micans. O1 = ovócito 36 perinucleolar inicial, O2 = ovócito perinucleolar avançado
Figura 13 Ovário em maturação inicial 37
Figura 14 Ovário em maturação avançada/maduro de M. micans 38 com predominância de ovócitos vitelogênicos (O4)
Figura 15 Ovário parcialmente desovado de M. micans, contendo 39 ovócitos nas diferentes fases de desenvolvimento ao lado de folículos pós-ovulatórios (asteriscos) xiv
Figura 16 Média de valores dos índices gonadosomáticos (IGS), 42 hepatosomáticos (IHS) e fatores de condição k1 e k2
Figura 17 Precipitação pluviométrica na região de Três Marias, 43 Minas Gerais, no período de junho de 2002 a maio de 2003
Figura 18 Temperaturas médias da água do rio São Francisco 43 (em oC) no trecho de coleta de M. micans, no período de junho de 2002 a maio de 2003
Figura 19 Índices médios de Oxigênio Dissolvido (mg/L), no 44 trecho de coleta de M. micans, no período de junho de 2002 a maio de 2003
Figura 20 Valores médios de pH, no trecho de coleta de M. 44 micans, no período de junho de 2002 a maio de 2003
Figura 21 Relação peso / comprimento obtida para machos e 45 fêmeas de M. micans Figura 22 Proporção sexual entre machos e fêmeas de M. 46 micans, do rio São Francisco, na região de Três Marias Figura 23 Distribuição de Freqüências Relativas (%) de Classes 47 de Tamanho (cm) de machos e fêmeas de M. micans do rio São Francisco, região de Três Marias xv
RESUMO
O objetivo deste trabalho foi estudar a biologia reprodutiva do pacu (Myleus micans, Lütken, 1875) do Rio São Francisco, na região de Três Marias, Minas Gerais, Brasil, considerando que o estudo reprodutivo é um importante instrumento na busca do entendimento de parte dos processos naturais que regulam uma população, e que pouco se conhece sobre a biologia desta espécie. Os exemplares utilizados, totalizando 363, sendo 169 machos e 194 fêmeas, foram capturados mensalmente, durante o período de junho de 2002 a maio de 2003, e agrupados por bimestres, em um trecho de aproximadamente 5 km a jusante do rio São Francisco, na região de Três Marias, entre a Usina Hidrelétrica (UHE) e a “Cachoeira Grande”. Foram também obtidos dados sobre a precipitação pluviométrica e fatores físico-químicos da água (temperatura, oxigênio, e pH), durante período de coleta dos peixes. Foi realizada a descrição morfológica das gônadas (testículos e ovários) e do processo de gametogênese (espermeogênese e ovogênese), e determinação dos estádios de maturação gonadal e do tipo de desova. Foram também realizadas análises histológicas, análise quantitativa da atividade reprodutiva (índices biológicos), relação peso corporal/comprimento padrão, e estrutura populacional e proporção sexual. As variações morfológicas observadas nos testículos de pacu, M. micans, durante o processo reprodutivo estão relacionadas aos estádios de maturação gonadal, e as características morfológicas das células de linhagem espermatogênicas foram similares àquelas de outros teleósteos brasileiros. Os ovários espécie apresentaram macroscopicamente, padrão morfológico e relações anatômicas similares ao da maioria dos peixes teleósteos brasileiros, não sendo verificadas variações anatômicas como aquelas observadas nos ovários de algumas espécies. Nos folículos pós-ovulatórios ou vazios, estruturas remanescentes nos ovários pós-desova, observaram-se hipertrofia das células foliculares, e a atresia folicular foi freqüente em ovócitos vitelogênicos de ovários desovados. Foram identificados seis estádios de maturação gonadal em machos e cinco em fêmeas. A relação peso-comprimento para machos de M. micans foi: Wt = 0,028265311.Lt2,8954 (r2 = 0,985); e para fêmeas de: Wt = 0,024740592.Lt2,94397 (r2 = 0,982). A população estudada apresentou crescimento alométrico (b < 3). A estrutura populacional, mostrou uma proporção de 53,44% de fêmeas e 46,56% de machos, de aproximadamente 1:1. xvi
ABSTRACT
The objective of this work was to study the reproductive biology of pacu (Myleus micans, Lütken, 1875) from San Francisco River, in Three Marias region, Minas Gerais, Brazil. Reproductive studies are important tools to understand natural processes which regulates a population, considering the low level of knowledge on the biology of this species. A total of 363 fishes were collected in this work, 169 males and 194 females, captured monthly, from June 2002 to May 2003, in a 5km area in San Francisco River, between the Hidreletric Plant (UHE) and the "Great Waterfall". Data on rain precipitation and water parameters (temperature, oxygen, and pH), were obtained during period of fish collection. Morphologic description of testicules and ovaries, and gametogenese process (spermeogenese and ovogenese), determination of gonadal maturation stages and type of spawning were performed. Hystological analyses, as well as, quantitative analysis of the reproductive activity (biological indices), standard weight/length relation, and population structure (sexual ratio) were done. The results has shown that morphologic variations in M. micans testicules, during the reproductive process are related to gonadal maturation stages, and morphologic characteristics of ancestry espermatogenics cells had been similar to other Brazilian bone fishes. Macroscopic analyses of ovaries had shown that this species has morphologic and anatomical similarity to other Brazilian bone fishes. Anatomical variations in the ovaries observed in some other species had not been verified. Post-ovulatories or empty folicules in M. micans were probably originary from hipertrophic process of foliculares cells, and folicular atresia was frequently observed. Six gonadal maturation stages in males and five in females had been identified. The weight-length relation for males and females of M. micans was: Wt = 2,68 x 10-2. Lt2,91(r2 = 0,989). The studied population presented alometric growth (b < 3). The population structure showed a ratio of 53,44% of females and 46.56% of males, approximately 1:1.
1
BIOLOGIA REPRODUTIVA DO PACU Myleus micans (Lütken, 1875) (CHARACIDAE : SERRASALMINAE) DO RIO SÃO FRANCISCO, REGIÃO DE TRÊS MARIAS, MINAS GERAIS
Kleber Biana Santiago
1. INTRODUÇÃO
Os peixes constituem um recurso natural de valor econômico, social, cultural e religioso em diversas sociedades e economias mundiais
(NOTTINGHAM, 2002). Remonta a pré-história, a sua utilização na alimentação humana, quando a pesca ainda era uma importante ferramenta na sobrevivência daqueles povos.
No segundo milênio do calendário cristão, a pesca continua a desempenhar um importante papel para a humanidade, sendo ainda a única fonte de renda de centenas de comunidades de pescadores ao redor do mundo e contribuindo com aproximadamente 12% da proteína animal consumida pelo
Homem. Justificado pelo aumento da população mundial, associado ao constante desenvolvimento tecnológico que passa o setor extrativista, cientistas têm registrado nos últimos anos uma significativa depleção dos estoques pesqueiros mundiais marinhos. Não obstante, a ictiofauna brasileira encontra-se ameaçada por diferentes fontes de degradação como a devastação das matas ciliares, as poluições industrial e doméstica, a pesca predatória, a destruição de várzeas e lagoas marginais, o assoreamento, a mineração e a construção de barragens (COSTA et al., 1998; SATO, 1999).
2
Os peixes representam aproximadamente 50% dos vertebrados, englobando cerca de 24.000 espécies que ocupam os mais diversos ambientes aquáticos (VAZZOLER, 1996).
De acordo com a visão filogenética, baseada em uma lógica evolutiva, uma nova classificação é proposta na qual os peixes são distribuídos em: Myxinoidea, que tem como representante as feiticeiras; Petromyzontoidea, representada pelas lampréias; Condrichthyes, onde os tubarões, arraias e quimeras são seus principais representantes; Actinopterygii, representada pelos peixes de nadadeiras raiadas; Actinistia, os celacantos; e Dipnoi, representados pelos peixes pulmonados (WILEY, 1985; POUGH et al, 1999).
Dentre os Actinopterygii, os teleósteos formam o grupo mais representativo, com cerca de 23.400 espécies (96%), assim distribuídos: 41% das espécies são de água doce, 1% representa aquelas que migram de um ambiente para outro e os 58% restantes habitam os mares (VAZZOLER, 1996).
A grande variedade de estratégias e táticas de ciclo de vida, dos teleósteos, permitiu sua adaptação a ambientes nos quais as condições bióticas e abióticas podem variar no espaço e no tempo. Frente a toda essa variabilidade, eles são capazes de alocar energia, através da alimentação, e, através de uma gama de estratégias, utilizar parte dessa energia transformando-a em prole, de modo a garantir seu sucesso reprodutivo
(VAZZOLER, 1996).
A América do Sul possui o maior número de espécies de peixes de
água doce dentre todas as regiões zoogeográficas (LOWE-McCONNELL,
1975; VARI & WEITZMAN, 1990), porém, o conhecimento sobre essa diversidade e a situação de conservação é ainda incipiente (BÖHLKE et al., 3
1978; ROSA & MENEZES, 1996). Esta ictiofauna é dominada principalmente por duas grandes ordens: a) Characiformes: peixes com corpo recoberto por escamas e nadadeiras com raios moles e b) Siluriformes: peixes de couro ou recoberto por placas ósseas (GODINHO, 1993).
As águas interiores no Brasil ocupam uma área de aproximadamente três milhões de hectares e estima-se que estes ambientes aquáticos sejam habitados por milhares de espécies de peixes, calculando-se a existência de cerca de 2.000 apenas na bacia amazônica (BRITSKI et al.,
1988). Por manter as maiores bacias de água doce da região neotropical, o
Brasil, concentra grande parte da biodiversidade de peixes dessa unidade biogeográfica (BIZERRIL & PRIMO, 1991).
Minas Gerais é um dos estados brasileiros com maior riqueza de espécies de peixes nativos, perdendo possivelmente apenas para aqueles drenados pela bacia amazônica, a mais rica do planeta. Há no estado pelo menos 380 espécies, o que representa 12,5% do total estimado para o Brasil
(McALLISTER et al., 1997).
A bacia hidrográfica do rio São Francisco, drenando 40% de Minas
Gerais, possui a mais rica ictiofauna do estado, com 170 espécies identificadas sendo 115 endêmicas (COSTA et al., 1998).
No passado, o rio São Francisco foi uma das mais importantes fontes brasileiras de pescados (MENEZES, 1973). Dados recentes, porém, mostram um declínio dessa produção nas últimas décadas (GODINHO, 2000).
A determinação dos estádios de maturação gonadal é de fundamental importância para a compreensão da biologia reprodutiva de uma espécie dentro de seu habitat natural (VAZZOLER, 1996). O tipo de desova, 4
total ou parcelada, é o modo pelo qual as fêmeas liberam ovócitos dentro de um período reprodutivo (BAZZOLI, 2003). Na desova parcelada o desenvolvimento dos ovócitos é assincrônico, constituindo estratégia comum em muitas espécies que vivem em ambientes lênticos. Na desova total o desenvolvimento dos ovócitos é sincrônico em grupo, sendo característica de espécies que vivem em ambientes lóticos (De VLAMING, 1983). A fecundidade, número de ovócitos em maturação presentes nos ovários antes de iniciar o período reprodutivo, caracteriza espécies, populações ou estoques específicos de peixes (SNYDER, 1992).
O tamanho mínimo de captura, assim como sua proibição durante o período de desova da espécie constitui importantes instrumentos na normatização da pesca (NOBLE & JONES, 1993). A captura, transporte e comercialização, das espécies da bacia do São Francisco exploradas comercialmente, são controladas pela Portaria IBAMA nº 92 de 6/11/95 art. 9º, sendo considerada predatória para exemplares de pacu, Myleus micans capturados com comprimento total inferior a 40 cm. Porém, é comum relato de pescadores ribeirinhos sobre a dificuldade em se capturar exemplares desse porte, inviabilizando-se assim, a exploração comercial da espécie.
5
1.1. OBJETIVOS
1.1.1. Geral
Estudar a biologia reprodutiva do pacu Myleus micans (Lütken, 1875) do
Rio São Francisco, na região de Três Marias, Minas Gerais,
considerando que o estudo sobre a biologia reprodutiva é um importante
instrumento na busca do entendimento de parte dos processos naturais
que regulam uma população, e que pouco se conhece sobre a biologia
desta espécie.
1.1.2. Específicos
Analisar a morfologia das gônadas, gametogênese, estádios de
maturação gonadal e tipo de desova.
Analisar quantitativamente a atividade reprodutiva, utilizando índices
biológicos.
Determinar a relação peso corporal / comprimento padrão.
Estabelecer a estrutura populacional de M. micans na área estudada. 6
2. REVISÃO BIBLIOGRÁFICA
2.1. Biologia de Peixes da Ordem Characiformes
Peixes da Ordem Characiformes incluem as piranhas, tetras, e peixes-tigres, estão entre os mais diversos peixes de água doce, com mais de
1.600 espécies (DAGET & GOSSE, 1984; REIS et al., 2003) distribuídas no Sul da África, nas Américas Central e do Sul, e sudoeste da América do Norte. A maior diversidade desta ordem é encontrada na região neotropical das
Américas, onde ocorrem 14 famílias e aproximadamente 1.460 espécies, enquanto que na África, ocorrem 4 famílias e 208 espécies. No continente americano, peixes Characiformes são os mais abundantes em alguns sistemas fluviais (LOWE-McCONNELL, 1975; WINEMILLER, 1996).
Com base na atual distribuição geográfica e na grande radiação de grupos de peixes nas Américas, os Characiformes são considerados indicadores bióticos primários associados com a separação do Oceano
Atlântico Sul da África, que aconteceu entre 85 e 110 milhões de anos atrás
(BUCKUP, 1998).
Um número de classificações suprafamiliares para a Ordem
Characiformes foi proposta e debatida durante anos, sendo algumas delas aceitas com base em sinapomorfias (caracteres homólogos semelhantes).
VARI (1979) demonstrou uma relação de proximidade entre representantes das famílias africanas Distichodontidae e Citharinidae, uma proposta já sugerida por BOULENGER (1909). FINK & FINK (1981) posicionaram o clado (grupo monofilético) pelas duas famílais citadas como sendo basal dentro dos
Characiformes. 7
Até recentemente, a filogenia e classificação da ordem
Characiformes ainda não estava bem estabelecida (VARI, 1998). FINK & FINK
(1981) diagnosticaram os Characiformes como monofiléticos com base em sete sinapomorfias morfológicas, sendo estes caracteres e seus esquemas de relações de parentescos não contestados seriamente entre os peixes da superordem Ostariophysi. Dentro da ordem Characiformes, entretanto, hipóteses de relações não-filogenéticas baseadas principalmente em caracteres morfológicos, ou restritas a grupos de táxons da ordem (LUCENA,
1993; LUCENA & MENEZES, 1998; MURRAY & STEWART, 2002).
A análise filogenética do DNA mitocondrial de CALCAGNOTTO
(2005), é considerada a mais recente e foi baseada em amostras de 124 táxons representantes da ordem Characiformes, de 12 das 14 famílias das
Américas e todas as quatro famílias da África. Este estudo também permitiu avaliar hipóteses anteriores de eventos cladogênicos envolvendo grupos- irmãos da África e América do Sul e contribuir para reconstituição da história evolutiva dos Characiformes.
CALCAGNOTTO et al. (2005) sugeriu um clado formado pelos gêneros Piaractus, Colossoma e Mylossoma e um grupo-irmão para todos os outros, e considerou os gêneros Myleus, Serrasalmus e Pristobrycon grupos parafiléticos. A hipótese prévia a respeito da relação para os peixes da sub- família Serrasalminae, baseada em evidências morfológicas não foi amparada pelos dados moleculares. Uma análise filogenética de hospedeiro-parasita helminto específico e dados citogenéticos, obtidos no mesmo trabalho auxiliaram as análises e produziram evidências de coevolução em comum dos parasitos helmintos e seus peixes Characiformes hospedeiros . 8
2.1.1. Subfamília Serrasalminae da Família Characidae
A subfamília Serrasalminae, segundo MACHADO-ALLISON (1983) consiste em menos de 60 espécies, de 14 gêneros, incluindo a “piranha” e os peixes comedores de sementes, “tambaqui” e “pacu”. Peixes desta subfamília são endêmicos das regiões neotropicais e bem distribuídos nos maiores rios da
América do Sul. Várias espécies são importantes economicamente representando uma considerada fração da captura comercial na Amazônia e também usados na aquacultura. Somando-se a sua grande distribuição geográfica, os Serrasalminae ocupam diversos habitats, desde pequenas planícies inundadas, lagos e florestas inundadas, até rápidas quedas d’água alcançando a parte mais alta dos rios (JUNK 1984; MARCHALL 1995).
Os Serrasalminae são caracterizados pelo corpo comprido, nadadeira dorsal longa com mais de 16 raios e a presença de escamas abdominais altamente modificadas, levantando uma série de serrilhas pontiagudas, variando em número de 6 a 9 em Acnodon para mais de 60 em
Piaractus. Três hábitos alimentares comuns podem ser observados nos
Serrasalminae: carnívoros, frutívoros, e lepidófagos (comedores de escamas)
(GÉRY, 1977).
Os carnívoros têm uma típica fileira de dentes tricúspidos afiados em cada maxila. Os frutívoros têm séries de dentes incisivos ou molariformes na pré-maxila, e comumente exibem um par de dentes sinficiais. Os lepidófagos têm dentes tuberculados especializados, que são usados na remoção de escamas de outros peixes e estão localizados no lado externo da pré-maxila.
Algumas espécies, entretanto, alimentam-se de três tipos de alimentos, 9
dependendo da idade ou disponibilidade do alimento (GOULDING 1980; NICO
& TAPHORN 1988; WINEMILLER 1989; LEITE & JÉGU 1990).
A morfologia e organização dos dentes têm tradicionalmente sido utilizadas como características na classificação dos Serrasalminae.
EIGENMANN (1915) utilizou características dentais para levantar a subfamília
Serrasalminae, compreendendo seis gêneros com uma simples fileira de dentes em cada arcada e a subfamília Mylinae (9 gêneros) com duas fileiras de dentes no pré-maxilar como também incluindo o Lepidophagous monotipic do gênero Catropion. Similarmente, NORMAN (1929), GOSLINE (1951), e GÉRY
(1977) basearam suas classificações na morfometria dental. Suas hipóteses diferem muito da linha relativa de algumas das taxas com mudanças de posição genérico e subgenérico.
MACHADO–ALLISON (1982) foi o primeiro a aplicar métodos cladísticos para a sistemática de Serrasalminae. Ele definiu a subfamília igualmente a unidade monofilética baseada nas 27 sinapomorfias morfológicas e subdividida dentro de dois clados. A “linhagem A” de MACHADO–ALLISON
(1982) incluía todos os pacus (mais os Mylinae de ENGENMANN, 1915) e a
“linhagem B” contendo todas as piranhas (Serrasalminae de ENGENMANN,
1915) mais os gêneros Catoprion e Metynnis. Porém este autor foi enfático na necessidade de ir mais adiante na exploração dos limites genéticos com a linhagem A.
10
2.2. O Pacu, Myleus micans (Lütken, 1875)
O pacu Myleus micans (Lütken, 1875), é um peixe de médio porte, endêmico da bacia do São Francisco, que possui um corpo muito alto, nadadeira dorsal longa, espinho pré-dorsal, espinhos na quilha ventral, e escamas pequenas (BRITSKI et al.,1988).
O pacu atualmente apresenta a seguinte classificação taxonômica:
Filo Chordata
Subfilo Vertebrata
Classe Actinopterygii
Ordem Characiformes
Família Characidae
Sub-família Serrasalminae
Gênero Myleus
Espécie Myleus micans
Outros membros da subfamília Serrasalminae, como as piranhas, apresentam hábito alimentar unicamente carnívoro, o que não ocorre com o pacu que é um peixe omnívoro, sendo que, em lagoas marginais do médio São
Francisco, durante as estações de seca e chuvosa, macrófitas aquáticas e algas filamentosas constituem-se como os seus principais alimentos
(POMPEU, 1999)
Foi verificada a captura de alevinos e jovens de M. micans na região dentro dos limites do Parque Nacional da Serra do Cipó, situado a 300km de 11
Três Marias, sendo indicativo de que esta espécie utiliza esta região para completar seu ciclo reprodutivo (VIEIRA et al., 2005).
O pacu não tem sido explorado comercialmente na região de Três
Marias, pois poucos indivíduos são encontrados com tamanho superior ao tamanho mínimo de captura, estabelecido pela legislação em vigor, que é de
40 cm de comprimento total.
2.3. Biologia Reprodutiva
As gônadas pares de todos os vertebrados começam a ser formadas na linha dorsolateral da cavidade peritoneal – uma gônada de cada lado do mesentério dorsal. Na maioria dos vertebrados, a gônada feminina origina-se da porção cortical e o testículo é formado através da porção medular. Em teleósteos, entretanto, as gônadas desenvolvem-se diretamente no epitélio peritoneal e correspondem somente ao córtex de outros vertebrados
(HOAR, 1969).
Os ovários dos teleósteos são freqüentemente longitudinais e originam-se como estruturas pareadas, podendo, entretanto serem fundidos ou reduzidos. Os lóbulos da gônada feminina encontram-se suspensos por um par de mesentérios laterais na cavidade celomática e situados logo abaixo da bexiga natatória (LAGLER et al., 1977).
O tamanho dos ovários em relação ao tamanho do corpo nos peixes, varia conforme o estádio de maturação e o tipo de reprodução. Quando cheios e prontos para uma desova total, os ovários podem representar mais de 70% 12
do peso corporal do animal (LAGLER, et al., 1977; MOYLE & CECH, 1988;
VAZZOLER, 1996). A cor e a textura dos ovários podem ser bem variadas, alterando-se de acordo com a espécie e o grau de maturidade da fêmea. Em indivíduos jovens é mais freqüente encontrar as cores brancas e esverdeadas com textura lisa, flocular ou microscopicamente granular. Já em indivíduos maduros e prontos para desovar a cor tende ao róseo e amarelo e a textura granular (LAGLER, et al., 1977).
Nos teleósteos, a embriologia dos ovários e seus ductos é muito variada. Grande parte dos ovários de teleósteos é constituída por uma túnica e uma cavidade central, denominada cistovário. A túnica é contínua com o oviduto, o qual recebe os ovócitos maduros provenientes da cavidade. Em alguns teleósteos, como os salmonídeos, os ovidutos são para-ovarianos e os ovócitos maduros são liberados dentro da cavidade peritoneal (mesovário), direcionando-se para poros ou funis e através destes, para o meio exterior
(BREDER & ROSEN 1966; HOAR, 1969; LAGLER et al., 1977).
A histologia geral dos ovários de teleósteos e seus ductos foi descrita por HOAR (1969). Segundo este autor, as células germinativas primordiais originam-se dentro ou migram para a porção cortical da gônada.
Outros autores relataram que as primeiras células germinativas a surgirem nas gônadas de ciclóstomos aos mamíferos, migram do revestimento do tubo digestivo primitivo por movimentos amebóides através dos tecidos ou pelo sangue, sendo diferenciadas das células do trato digestivo por apresentarem- se grandes e com citoplasma claro. Ainda segundo HOAR (1969), as células germinativas num estádio posterior da maturação, definidas como ovogônias, começam a ser rodeadas por uma única camada de células epiteliais 13
foliculares, formando assim o folículos ovarianos. Estes folículos posicionam-se nas lamelas ovígeras e se projetam da parede ovariana para a cavidade central do ovário. Os folículos, dispersos nas lamelas ovígeras, são apoiados por tecido conjuntivo frouxo, formando o estroma ovariano, que é ricamente vascularizado. Quando maduros, os folículos se rompem e os óvulos são liberados na cavidade do ovário (cistovário). O fato de que os ovócitos maduros são liberados na cavidade do ovário pode significar que o estroma é rico em tecido elástico e músculo liso (HOAR, 1969).
Embora não exista padrão entre as estratégias e táticas reprodutivas, o desenvolvimento ovocitário em peixes teleósteos é semelhante ao de outros vertebrados, apresentando profundas modificações das células germinativas primordiais desde a maturação inicial até o momento da desova.
Denominações distintas, de acordo com as diferentes fases do desenvolvimento dessas células são utilizadas para identificar o grau de maturação das gônadas. Segundo YAMAMOTO (1956), citado por VAZZOLER
(1996) a classificação para teleósteos de água doce é definida em seis fases do desenvolvimento ovocitário: Fase I – Células com cromatina-nucleolar, Fase
II – Ovócito perinucleolar, Fase III – Formação da vesícula vitelínica, Fase IV –
Vitelogênese, Fase V – Ovócito maduro e, Fase VI – Ovócito em hialinização ou hidratação. Diversos autores utilizam as denominações de ovócitos pré- vitelogênicos ou jovens para as fases I e II, vitelogênicos para as fases III, IV e hidratados para ovócitos na fase VI (HOURIGAN & KELLEY, 1985, FERREIRA,
1993; ARELLANO-MARTINEZ et al., 1999).
14
Outros mecanismos são também utilizados para auxiliar a identificação dos estádios de maturação das gônadas: folículos pós-ovulatórios
(formados pelas células folicilares que permanecem após a liberação dos ovócitos); folículos atrésicos (originados pela degeneração de ovócitos em seus diversos estádios de desenvolvimento); e corpos residuais marrons (que podem ser originados pela penetração de pigmentos nos ovócitos durante a atresia) (VAZZOLER, 1996).
Os estádios do ciclo reprodutivo de machos e fêmeas de teleósteos foram estabelecidos macroscopicamente de acordo com as classificações de
BAZZOLI & RIZZO (1990), RIZZO & BAZZOLI (1993) e BAZZOLI (2003): i = imaturo, 1 = repouso, 2 = maturação inicial, 3 = maturação avançada/maduro, 4A = parcialmente espermeado para machos e parcialmente desovado para fêmeas, e 4B = totalmente espermeado para machos e totalmente desovado para fêmeas.
Na caracterização macroscópica dos estádios do ciclo reprodutivo, deve- se levar em consideração o volume, a turgidez, a presença ou ausência de ovócitos visíveis a olho nu, vascularização superficial e áreas hemorrágicas
(BAZZOLI, 2003). 15
3. MATERIAL E MÉTODOS
3.1. Área de estudo
O rio São Francisco, descoberto por Américo Vespúcio e Gaspar de
Lemos, em 4 de outubro de 1501, percorre uma extensão de 2.700 km em uma bacia que drena área de 631.133 km2 e que ocupa 7,4% do território nacional
(PLANVASF, 1989).
O regime pluvial do São Francisco caracteriza-se por cheias no verão. Suas águas são utilizadas principalmente para geração de energia, irrigação, navegação e abastecimento (CODEVASF, 1991).
Entre os municípios de Três Marias e Pirapora, Minas Gerais, a temperatura superficial da água do rio varia de 18 a 29ºC com médias de 23 a
25ºC (CETEC, 1983).
A represa de Três Marias é o barramento mais próximo da nascente do rio São Francisco. Construída entre os anos de 1957 e 1960, no governo de
Juscelino Kubitschek, tendo como objetivos a regularização do rio São
Francisco, aumento do tirante d’água para a navegação, controle de cheias, irrigação, aumento da potência da usina de Paulo Afonso e produção de energia elétrica. As águas desta represa apresentam tendência à estratificação térmica no período de novembro a fevereiro, atingindo, nesta época, diferença entre a superfície (hipolímnio) e o fundo (eplímnio) sempre superior a 3ºC.
Além disso, os teores de oxigênio aproximam-se da saturação na parte superior da coluna d’água, mas são bem baixos (30% da saturação) a 30 metros de profundidade (ESTEVES et al. 1985). 16
3.2. Coletas de exemplares de pacu (Myleus micans) e Fatores Abióticos
Os exemplares de pacu (Myleus micans) utilizados neste trabalho foram capturados mensalmente em um trecho de aproximadamente 5 km do rio
São Francisco, na região de Três Marias, entre a Usina Hidrelétrica (UHE) e a
“Cachoeira Grande” (Figura 1), durante o período de junho de 2002 a maio de
2003, sendo 169 machos e 194 fêmeas, totalizando 363 exemplares e agrupados por bimestres.
Nesta área de coleta foram também obtidos dados sobre a precipitação pluviométrica e fatores físico-químicos da água (temperatura, oxigênio, e pH), durante período de coleta dos peixes.
Figura 1 – Mapa de Localização do trecho de coleta. 17
Os peixes utilizados neste trabalho foram capturados com o uso de tarrafas comuns (Figura 2).
Figura 2 – Captura de peixes com o uso de tarrafas
A Figura 3 abaixo mostra um exemplar de pacu utilizado no presente trabalho.
Figura 3 – Exemplar de pacu, Myleus micans (Lütken, 1875).
18
3.3. Obtenção de comprimento e peso
Após as capturas, os exemplares de pacu foram transportados para as instalações da Estação de Hidrobiologia e Piscicultura de Três Marias (1ª
EPT) da CODEVASF, onde foram registrados de cada exemplar, os seguintes dados: comprimento total (Lt) em cm; comprimento padrão (Ls) em cm; peso corporal (Wt ou Pc) em gramas (g). As medidas de comprimento foram obtidas com o auxílio de ictiômetro, e os pesos corporais foram determinados em balança de precisão com sensibilidade de 0,1g.
Em seguida, após exposição das vísceras por incisão abdominal, foram determinados macroscopicamente: sexo; peso das gônadas (PG) em g; peso do fígado (PF) em g; sendo estes obtidos em balança de precisão com sensibilidade de 0,01g.
3.4. Morfologia macroscópica, gametogênese e determinação dos estádios de maturação gonadal e do tipo de desova
Foi realizada a análise morfológica das gônadas (testículos e ovários), e do processo de gametogênese (espermeogênese e ovogênese).
Foram determinados macroscopicamente os estádios de maturação gonadal de machos e fêmeas, seguindo a classificação de BAZZOLI (2003):
estádio i = imaturos;
estádio 1 = repouso;
estádio 2 = maturação inicial;
estádio 3 = maturação avançada/maduro; 19
estádio 4A = parcialmente espermeado para machos e parcialmente
desovado para fêmeas;
estádio 4B = totalmente espermeado para machos, e totalmente
desovado para fêmeas.
Na caracterização macroscópica dos estádios de maturação gonadal, foi levado em consideração o volume, a turgidez, a presença ou ausência de ovócitos visíveis a olho nu, vascularização superficial e áreas hemorrágicas.
Após a determinação macroscópica dos estádios de maturação gonadal, foram calculadas as freqüências bimestrais, absolutas e relativas, por estádio, de machos e fêmeas. O tipo de desova foi determinado pela distribuição das freqüências dos estádios de maturação gonadal de fêmeas, pelas variações do índice gonadossomático e pelas características histológicas de ovários desovados, de acordo com BAZZOLI & GODINHO (1991).
3.5. Análises histológicas
Após a biometria, fragmentos de gônadas foram fixados em líquido de Bouin por 8 a 12 horas e conservados em álcool 70%. O material fixado foi transportado para o Laboratório de Ictiologia do Programa de Pós-Graduação em Zoologia de Vertebrados da Pontifícia Universidade Católica de Minas
Gerais (PUC-Minas) Belo Horizonte, onde foram submetidos às técnicas histológicas de rotina: inclusão em parafina, microtomia com 3 a 5 µm de espessura e coloração com hematoxilina-eosina (HE). Após a determinação microscópica, foram obtidas fotografias com aumentos de 110X, 220X, 1080X.
20
3.6. Análise quantitativa da atividade reprodutiva (índices biológicos)
A partir dos dados biométricos obtidos, a atividade reprodutiva do M. micans foi analisada quantitativamente, calculando-se para cada exemplar os
índices Gonadossomático (IGS = Pg x 100/Pc) e Hepatossomático (IHS = Pf x
100/Pc), além do Fator de Condição, (k1) com e (k2) sem o peso das gônadas
(k1 = Pc x 100/Cpb) e (k2 = Pc – Pg x 100/Cpb).
A partir desses índices obtidos por exemplar foram estabelecidos os valores médios de k1 e k2 por sexo, estádio do ciclo reprodutivo e bimestre.
3.7. Relação peso corporal / comprimento padrão
A relação peso corporal / comprimento padrão foi determinada por sexo para verificar como ocorre o crescimento da espécie. Os valores foram lançados em gráficos de dispersão, considerando-se como variável dependente o peso corporal e como variável independente o comprimento padrão. A tendência dos pontos observados pode ser expressa por:
Wt = a x Ltb
Onde:
Wt: peso corporal (g);
Lt: comprimento padrão (cm); a e b = parâmetros da relação peso corporal/comprimento padrão 21
3.8. Estrutura populacional e proporção sexual
Os valores de comprimento total (Lt), comprimento padrão (Ls), e peso corporal (Wt ou Pc), foram utilizados para determinar a estrutura populacional e a proporção sexual entre machos e fêmeas de M. micans.
3.9. Análises estatísticas
Análise de variância ANOVA (SAS INSTITUTE INC., 1985) foi utilizada para testar variações nos valores médios dos índices calculados por estádio do ciclo reprodutivo e por sexo. O teste de DUNCAN (SAS INSTITUTE
INC., 1985) foi aplicado para comparar esses índices médios, quando registraram-se diferenças estatisticamente significativas (p < 0,05). 22
4. RESULTADOS
4.1. Morfologia das gônadas, gametogênese e determinação dos estádios do ciclo reprodutivo e do tipo de desova.
4.1.1. Morfologia dos testículos
Os testículos do pacu são órgãos pares, alongados e fusiformes que percorrem toda cavidade celômica. Estão localizados dorso-lateralmente à bexiga gasosa, ventralmente aos rins e dorsalmente ao tubo digestório e se prendem à cavidade abdominal pelo mesórquio. Eles se apresentaram individualizados em toda sua extensão, unindo-se em suas extremidades caudais para formar um ducto espermático comum que se abre na papila urogenital.
Figura 3a - Testículos de M. micans.
23
4.1.2. Espermatogênese
A espermatogênese no pacu é caracterizada por sucessivas divisões das células germinativas primordiais, espermatogônias primárias (G1) e secundárias (G2), originando espermatócitos primários (C1), secundários (C2) e espermátides (T). Na espermiogênese, ocorre a diferenciação de espermátides em espermatozóides (Z) através da reorganização do núcleo, do citoplasma e crescimento do flagelo. Em M. micans identificaram-se as seguintes células da linhagem espermatogênica.
4.1.2.1. Espermatogônias Primárias (G1)
São as maiores células da linhagem espermatogênica. Ocorrem isoladamente no cisto, apresentando citoplasma abundante e pouco corado, núcleo grande, central com nucléolo evidente, esferoidal e em posição excêntrica (Figuras 4, 5 e 6).
4.1.2.2. Espermatogônias secundárias (G2)
São originadas das espermatogônias primárias por divisões mitóticas sucessivas, formando cistos de duas ou mais células, e determinando a redução gradual de seu tamanho após cada divisão celular. Apresenta núcleo grande e esférico que ocupa sempre a maior parte de célula e nucléolo evidente (Figura 4 e 6).
4.1.2.3. Espermatócitos primários (C1)
São originados das espermatogônias secundárias por sucessivas divisões mitóticas. Apresentam citoplasma claro e escasso, núcleo central volumoso e cromossomos individualizados (Figura 4). 24
4.1.2.4. Espermatócitos secundários (C2)
São originadas dos espermatócitos primários, apresentando citoplasma claro e escasso, núcleo central e cromatina condensada em um dos pólos, que lhes conferem aspecto de meia lua (Figura 4).
Figura 4. Seção transversal de testículo de M. micans. G1 = espermatogônia primária, G2 = espermatogônia secundária, C1 = espermatócito primário, C2 = espermatócito secundário, T = espermátide, Z = espermatozóide, S = célula de Sertoli. H.E., 1080X.
4.1.2.5. Espermátides (T)
São células pequenas, originadas de espermatócitos secundários, que apresentam citoplasma escasso e núcleo arredondado em vários graus de condensação. Elas passam pelo processo de espermiogênese e se transformam em espermatozóides (Figura 4).
25
4.1.2.6. Espermatozóides (Z)
Espermatozóides são as menores células da linhagem espermatogênica, possuem núcleo denso, arredondado, e com cromatina muito condensada (Figuras 7 e 8).
4.1.3. Estádios de maturação gonadal de machos
Estádio i: Imaturo
Testículos são muito finos, filiformes e translúcidos macroscopicamente. Quando observados ao microscópio de luz, apresentam abundante estroma intersticial, poucas espermatogônias distribuídas aleatoriamente, e ausência de túbulos seminíferos aparentes (Figura 5).
Figura 5. Testículo imaturo de M. micans contendo raras espermatogônias (setas). H.E, 1080X. 26
Estádio 1: repouso
Testículos são finos, filamentosos, claros e levemente achatados.
Microscopicamente são observadas as paredes dos túbulos seminíferos constituídas por cistos de espermatogônias primárias e secundárias e com lumes fechados (Figura 6).
Figura 6. Testículo em repouso de M. micans contendo espermatogônias primárias (G1) e espermatogônias secundárias (G2). Corante Hematoxilina- eosina (H.E.), 1080X.
27
Estádio 2: maturação inicial
Os testículos apresentam-se mais largos, assumindo coloração branca levemente rosada. Ao microscópico de luz, os túbulos seminíferos apresentam cistos de diferentes fases das células da linhagem espermatogênica e lume com pequena quantidade de espermatozóides (Figura
7).
Figura 7. Testículo em maturação inicial de M. micans contendo pequena quantidade de espermatozóides (Z) no lume dos túbulos seminíferos. H.E., 220X
28
Estádio 3: maturação avançada/maduro
Testículos atingem seu desenvolvimento máximo, com forma de cordões entumescidos e densos, com coloração rosada ou branco-leitosa aptos a espermeação. Histologicamente apresentam grande quantidade de espermatozóides ocupando o lume dos túbulos seminíferos e do ducto espermático (Figura 8).
Figura 8. Testículo em maturação avançada/maduro de M. micans com lume dos túbulos seminíferos repleto de espermatozóides (Z). H.E, 220X
29
Estádio 4: Parcialmente espermeado (4 A)
Os testículos apresentam-se flácidos e hemorrágicos. Sob microscópio de luz, apresentam lume dos túbulos seminíferos aberto e com pequena quantidade de espermatozóides (Figura 9).
Figura 9. Testículo parcialmente espermeado de M. micans com lume dos túbulos seminíferos aberto e com pequena quantidade de espermatozóides (Z). H.E, 220X
30
Estádio 4: Totalmente espermeado (4B)
Macroscopicamente, os testículos apresentam características semelhantes às do subestádio 4A. Porém, sob microscópio, os túbulos seminíferos encontram-se desorganizados, com o lume amplo e vazio ou com alguns espermatozóides residuais que serão reabsorvidos e parede contendo somente espermatogônias (Figura 10).
Figura 10. Testículo totalmente espermeado de M. micans com túbulos seminíferos contendo somente espermatogônias na parede e lume aberto podendo conter espermatozóides residuais. H.E, 220X.
31
4.1.4. Freqüência bimestral dos estádios de maturação gonadal de
machos
A Tabela 1 mostra a distribuição bimestral das freqüências absoluta
(Fa) e relativa (Fr) dos estádios de maturação gonadal de machos de M.
micans.
Machos em atividade reprodutiva, estádios 2, 3, 4A e 4B foram
registrados o ano todo, observando-se baixa freqüência de machos imaturos e
em maturação avançada/maduro.
Tabela 1 - Distribuição bimestral das freqüências absoluta (Fa) e relativa (Fr) dos estádios de maturação gonadal de machos de M. Micans do rio São Francisco, região de Três Marias, MG, no período de junho/02 a maio/03.
Mi M1 M2 M3 M4A M4B Bimestre Totais Fa Fr(%) Fa Fr(%) Fa Fr(%) Fa Fr(%) Fa Fr(%) Fa Fr(%) Jun-jul 1 2,22 26 57,78 6 13,33 0 0 5 11,11 7 15,56 45 Ago-set 0 0 9 36 7 28 2 8 4 16 3 12 25 Out-nov 0 0 2 20 4 40 2 20 2 20 0 0 10 Dez-jan 0 0 13 86,67 2 13,33 0 0 0 0 0 0 15 Fev-mar 0 0 19 32,20 18 30,51 1 1,69 13 22,03 8 13,56 59 Abr-mai 0 0 1 6,67 5 33,33 1 6,67 0 0 8 53,33 15 Totais 1 70 42 6 24 26 169
Mi = Machos imaturos; M1 = em repouso; M2 = em maturação inicial; M3 = em maturação avançada; M4A = parcialmente espermeado e M4B = totalmente espermeado.
32
4.1.5. Morfologia dos Ovários
São órgãos pares, alongados e fusiformes, localizados dorso- lateralmente à bexiga gasosa e sustentados na cavidade celômica pelo mesovário. Ovários direito e esquerdo estão dispostos dorsalmente ao tubo digestório e ventralmente aos rins, percorrem longitudinalmente toda essa cavidade, afilando-se de forma gradativa em suas extremidades caudais para formar ducto ovariano comum que se exterioriza através da papila urogenital.
Os ovários não apresentaram variação no comprimento, entretanto, o volume, a coloração, a vascularização e a espessura das gônadas sofrem modificações sazonais de acordo com os estádios de maturação gonadal.
Histologicamente, são revestidos pela túnica albugínea de natureza conjuntiva que emite septos para o interior do órgão, formando lamelas ovulígeras onde se encontram ovogônias e ovócitos nas diferentes fases de desenvolvimento.
Figura 10a – Ovários de M. micans 33
4.1.6. Ovogênese
Inicia-se com a proliferação e diferenciação das ovogônias. Estas células germinativas primordiais são as menores células da linhagem ovogênica, arredondadas, pequenas, núcleo vesiculoso com nucléolo proeminente e agrupadas em ninhos. Após divisão mitótica e diferenciação, as ovogônias originam os ovócitos, os quais foram classificados em quatro estádios de desenvolvimento:
4.1.6.1. Ovócitos perinucleolares iniciais (O1)
São arredondados, apresentam citoplasma basófilo, homogêneo e com aspecto vítreo, núcleo grande, vesiculoso, central e com nucléolos periféricos. Nesta fase, a zona pelúcida não é visualizada à microscopia de luz.
Os ovócitos O1 ocorrem em todos os estádios de maturação gonadal (Figura
12, 13).
4.1.6.2. Ovócitos perinucleolares avançados (O2)
Apresentam citoplasma basófilo, finamente granular, núcleo grande e vesiculoso (Figura 12 e 13). No citoplasma destas células foi observada uma região diferenciada, fortemente basófila, denominada núcleo vitelínico, visualizada somente neste estádio de desenvolvimento ovocitário. Zona pelúcida delgada e células foliculares pavimentosas já podem ser evidenciadas a microscopia de luz. Os O2 ocorrem em todos os estádios de maturação gonadal.
34
4.1.6.3. Ovócitos pré-vitelogênicos (O3)
São caracterizados pela presença de vesículas ou alvéolos corticais no ooplasma periférico (Figura 13). O núcleo é levemente basófilo, de contorno irregular e com nucléolos periféricos. A zona pelúcida é bem evidente apresentando estriações transversais e as células foliculares tornam-se cúbicas.
4.1.6.4. Ovócitos vitelogênicos (O4)
Caracterizaram-se pelo aparecimento de glóbulos de vitelo, fortemente acidófilos, que ocorrem inicialmente na periferia do ovócito e gradualmente preenchem todo o ooplasma (Figura 14). Ovócitos vitelogênicos possuem núcleo menor que nos estádios anteriores e nucléolos, distribuídos aleatoriamente. A zona pelúcida é espessa e, às vezes, encontra-se interrompida pelo aparelho micropilar. Células foliculares permanecem cúbicas.
4.1.7. Atresia folicular e Folículo pós-ovulatório
Em M. micans, o processo de atresia folicular foi observado em algumas fêmeas no estádio parcialmente desovado. A atresia ocorre quando ovócitos não ovulados entram em processo degenerativo, caracterizado por alterações nas camadas envoltórias e no ooplasma.
Os folículos pós-ovulatórios são estruturas remanescentes nos ovários após a ovulação. Eles apresentam lume amplo, irregular e parede constituída de camada única de células foliculares hipertrofiadas e teca conjuntiva. A presença destas estruturas caracterizou o estádio parcialmente desovado, em
M. micans (Figura 15).
35
4.1.8. Estádios de maturação gonadal de fêmeas
Estádio i: Imaturo
Os ovários apresentavam-se muito alongados, filiformes e translúcidos. Microscopicamente, sem lamelas ovulígeras definidas, contendo ninhos de ovogônias e ovócitos perinucleolares justapostos e compactados
(Figura 11).
Figura 11. Ovário Imaturo de M. micans, H.E, 110X
36
Estádio 1: repouso
Caracterizado pela presença de ovários delgados, volume reduzido e ligeiramente translúcidos. Sob microscópio de luz, os ovários apresentam lamelas ovulígeras bem definidas contendo ninhos de ovogônias, O1 e O2
(Figura 12).
Figura 12. Ovário em repouso de M. micans. O1 = ovócito perinucleolar inicial, O2 = ovócito perinucleolar avançado. Setas = núcleos vitelínicos. H.E, 110X.
37
Estádio 2: maturação inicial
Ovários apresentam coloração amarelada e, microscopicamente, grande número de O1 e O2 e vários O3 que vão aumentando em número, de forma gradativa, com a maturação gonadal (Figura 13).
AC
Figura 13. Ovário em maturação inicial. O1 = ovócito perinucleolar inicial, O2 = ovócito perinucleolar avançado, O3 = ovócito pré-vitelogênico. AC = alvéolos corticais. Setas = núcleos vitelínicos. H.E, 110X.
38
Estádio 3: maturação avançada/maduro
Os ovários atingem maior volume e coloração avermelhada.
Histologicamente são caracterizados pelo aparecimento de O4 ao lado de ovócitos em todas as fases de desenvolvimento (Figura 14). Neste estádio a túnica albugínea torna-se mais delgada.
O4
Figura 14. Ovário em maturação avançada/maduro de M. micans com predominância de ovócitos vitelogênicos (O4) H.E, 110X.
39
Estádio 4: Desovado
Este estádio pode ser subdividido em dois subestádios 4A e 4B, para caracterizar as desovas parcial e total, respectivamente.
Parcialmente desovado (4A)
Ovários com volume reduzido, flácidos, hemorrágicos, evidenciando- se ainda, alguns ovócitos a olho nu. Neste subestádio, observa-se O1, O2, O3,
O4, folículos pós-ovulatórios e atrésicos (Figura 15).
Figura 15. Ovário parcialmente desovado de M. micans, contendo ovócitos nas diferentes fases de desenvolvimento ao lado de folículos pós-ovulatórios (asteriscos). H.E, 110X.
Totalmente desovado (4B)
Não foram capturadas fêmeas de M. micans neste subestádio.
40
4.1.9. Freqüência bimestral dos estádios de maturação gonadal das
fêmeas
A Tabela 2 mostra a distribuição bimestral das freqüências absoluta
(Fa) e relativa (Fr) dos estádios de maturação gonadal de fêmeas de pacu,
M. micans.
Fêmeas em atividade reprodutiva, nos estádios 2, 3 e 4A ocorreram
o ano todo, com baixa freqüência de fêmeas em maturação avançada/madura
(Tabela 2).
O período de desova prolongado, durante o ano todo, associado às
características histológicas de ovários 4A, contendo folículos pós-ovulatórios ao
lado de ovócitos em todas as fases de desenvolvimento, pode indicar que a
desova de M. micans é do tipo parcelada.
Tabela 2 - Distribuição bimestral das freqüências absoluta (Fa) e relativa (Fr) dos estádios de maturação gonadal de fêmeas de M. Micans do rio São Francisco, região de Três Marias, MG, no período de junho/02 a maio/03.
Fi F1 F2 F3 F4A Bimestres Totais Fa Fr(%) Fa Fr(%) Fa Fr(%) Fa Fr(%) Fa Fr(%) Jun-jul 6 12,77 32 68,09 7 14,89 1 2,13 1 2,13 47 Ago-set 1 7,14 8 57,14 3 21,43 1 7,14 1 7,14 14 Out-nov 0 0 7 53,85 3 23,08 1 7,69 2 15,38 13 Dez-jan 1 5,88 12 70,59 3 17,65 0 0 1 5,88 17 Fev-mar 2 2,35 46 54,12 13 15,29 6 7,06 18 21,18 85 Abr-mai 0 0 11 61,11 4 22,22 0 0 3 16,67 18 Totais 10 116 33 9 26 194
Fi = Fêmeas imaturas; F1 = em repouso; F2 = em maturação inicial; F3 = em
maturação avançada/madura e F4A = Fêmeas parcialmente desovadas.
41
4.2. Análise quantitativa da atividade reprodutiva (índices biológicos)
Os valores mais altos do Índice Gonadossomático (IGS) de machos ocorreram no bimestre dezembro/janeiro e os de fêmeas em outubro/novembro. Os valores mais baixos de IGS de machos e fêmeas foram registrados no bimestre junho/julho (Tabela 3).
O índice Hepatossomático (IHS) de machos foi mais alto em junho/ julho, e o de fêmeas em outubro/novembro. Os valores de k1 e k2 de machos e fêmeas foram mais altos em agosto/setembro.
Tabela 3. Valores médios e respectivos desvios padrões dos índices gonadossomáticos (IGS), hepatossomáticos (IHS) e fatores de condição (k1 e k2), para machos e fêmeas de M. micans do rio São Francisco, região de Três Marias, MG, no período de junho/02 a maio/03.
MACHOS IGS IHS k1 k2 Bimestre N Média e DP N Média e DP N Média e DP N Média e DP Jun-jul 45 0,01±0,010a 45 1,64±0,630b 47 3,96±0,270b 47 2,07±0,150b Ago-set 20 0,06±0,053a 13 1,09±0,354a 14 3,96±0,385b 14 2,30±0,372c Out-nov 10 0,06±0,048a 13 1,46±0,467b 13 3,56±0,320a 13 1,98±0,159ab Dez-jan 15 0,12±0,191b 17 0,97±0,358a 17 3,89±0,230b 17 2,0±0,164 ab Fev-mar 59 0,03±0,052a 85 0,87±0,281a 85 3,58±0,338a 85 1,92±0,169a Abr-mai 15 0,02±0,033a 18 0,86±0,216a 18 3,77±0,454ab 18 1,99±0,207ab FÊMEAS IGS IHS k1 k2 Bimestre N Média e DP N Média e DP N Média e DP N Média e DP Jun-jul 47 0,18±0,377a 45 1,52±0,720c 47 3,96±0,289ab 47 2,12±0,151a Ago-set 13 0,36±0,393ab 13 1,19±0,369b 14 4,19±0,538b 14 2,29±0,120b Out-nov 13 0,95±1,603b 13 1,81±0,430d 13 3,93±0,308a 13 2,27±0,241b Dez-jan 17 0,17±0,351a 17 1,03±0,283ab 17 3,89±0,338a 17 2,10±0,145a Fev-mar 85 0,82±1,222ab 85 0,93±0,289 ab 85 3,77±0,441a 85 2,01±2,232a Abr-mai 18 0,59±1,072ab 18 0,88±0,269a 18 3,89±0,379a 18 2,02±0,166a Obs: Na mesma coluna, letras diferentes indicam diferenças significativas (p < 0,05).
42
FEMEAS MACHOS
6,0 0,6
5,0 0,5
4,0 0,4 S 3,0 S 0,3 IG IG
2,0 0,2
1,0 0,1
0,0 0,0
1 2 3 4 5 6 1 2 3 4 5 6 Bimestre Bimestre
3,0 4,0
2,5
3,0
2,0 S S 2,0 1,5 IH IH
1,0
1,0
0,5
0,0 0,0
1 2 3 4 5 6 1 2 3 4 5 6 Bimestre Bimestre
6,0
4,50
5,0
4,00 1 1 TOR K TOR K 4,0 FA FA 3,50
3,0 3,00
1 2 3 4 5 6 1 2 3 4 5 6 Bimestre Bimestre
3,00 4,00
2,80
3,50 2,60
2,40 2 2 3,00
2,20 TOR K TOR K FA FA 2,50 2,00
1,80 2,00
1,60
1,40 1,50
1 2 3 4 5 6 1 2 3 4 5 6 Bimestre Bimestre
Figura 16. Média de valores dos índices gonadosomáticos (IGS), hepatosomáticos (IHS) e fatores de condição k1 e k2.
43
Os dados de precipitação obtidos durante o período de coleta de M. micans são mostrados na Figura 17.
270 240
m 210 m ( 180 ão 150
aç t i 120 p i 90 ec r
P 60
30 0 JUN JUL AGO SET OUT NOV DEZ JAN FEV MAR ABR MAI Meses
Figura 17. Precipitação pluviométrica na região de Três Marias, Minas Gerais, no período de junho de 2002 a maio de 2003 (Fonte: CEMIG, 2003).
Os fatores físico-químicos da água (temperatura, oxigênio, e pH), obtidos durante período de coleta de M. micans são mostrados nas Figuras 18 a 20.
28
) 27 C º 26 a ( r
u 25
at 24 er 23 mp e
T 22 21 jun jul ago set out nov dez jan fev mar abr mai Meses
Figura 18. Temperaturas médias da água do rio São Francisco (em oC) no trecho de coleta de M. micans, no período de junho de 2002 a maio de 2003.
44
7 6
) 5 L /
g 4 m
( 3
OD 2 1 0 jun jul ago set out nov dez jan fev mar abr mai Meses
Figura 19. Índices médios de Oxigênio Dissolvido (mg/L), no trecho de coleta de M. micans, no período de junho de 2002 a maio de 2003.
8
6 pH 4
2 jun jul ago set out nov dez jan fev mar abr mai Meses
Figura 20. Valores médios de pH, no trecho de coleta de M. micans, no período de junho de 2002 a maio de 2003. 45
4.3. Relação peso corporal / comprimento padrão
Os exemplares de M. micans capturados mensalmente, durante o período de junho de 2002 a maio de 2003, na área de coleta, variaram em comprimento total (Lt) de 11,1 a 40,3 cm, e em peso corporal (Wt) de 50 a
1.354g, para machos, e de 12,1 a 41,0 cm, e de 40,3 a 1.496g, para fêmeas, como pode ser visto na Tabela 4.
Tabela 4. Valores de comprimento total (Lt) e padrão (Ls) em centímetros (cm) e peso corporal (Wt) em gramas (g) de fêmeas e machos de Myleus micans do rio São Francisco, região de Três Marias, Minas Gerais.
Myleus micans Machos Fêmeas Lt(cm) Ls(cm) Wt(g) Lt(cm) Ls(cm) Wt(g) Maior exemplar capturado 40,3 34,0 1354 41,0 34,0 1496 Menor exemplar capturado 11,1 10,6 50.0 12,1 9,7 40,25 Maior em maturação avançada 34,5 28,5 750,0 34,5 29 820 Menor em maturação avançada 27,0 23,5 430,0 30,5 28 626
A relação peso / comprimento obtida para machos foi:Wt = 0,028265311.Lt2,8954 2 2,94397 2 (r = 0,985), e para fêmeas: Wt = 0,024740592.Lt (r = 0,982) (Figura 20a e b).
1600 1600 Machos Fêmeas 1400 1400
1200 1200
Wt = 0,028265311.Lt2,8954 (r2 = 0,985) Wt = 0,024740592.Lt2,94397 (r2 = 0,982) 1000 2,84399 2 1000 Wt =0,059977247.Ls (r =0,990) Wt = 0,052312496.Ls2,89799 (r2 =0,983) ) ) g 800 g 800 ( ( Wt 600 Wt 600
400 400
200 200
0 0 5 10152025303540 5 10152025303540 Ls (cm) Ls (cm)
Figura 20a. Relação Wt/Lt para machos. Figura 20b. Relação Wt/Lt para fêmeas 46
4.4. Estrutura populacional de M. micans
4.4.1. Proporção sexual
No presente estudo, a proporção entre sexos mostrou pequena predominância de fêmeas, com 53,44% em relação aos machos, com 46,56%.
Porém, a relação entre sexo considerada é de aproximadamente 1:1 (Figura
21).
Proporção Sexual
53,44%
Machos Fêmeas
46,56%
Figura 22. Proporção sexual entre machos e fêmeas de M. micans, do rio São Francisco, na região de Três Marias.
Não foi observado dimorfismo sexual na espécie estudada, e não foram verificadas diferenças significativas entre freqüências de comprimentos de machos e fêmeas (Tabela 5).
A Figura 22 mostra as distribuições de freqüências relativas (%) de classes de tamanho (cm) de machos e fêmeas, de M. micans do rio São
Francisco, na região de Três Marias.
47
Tabela 5 - Freqüência absoluta do Comprimento Total (Lt), em centímetros de machos e fêmeas de Myleus micans do rio São Francisco, região de Três Marias, Minas Gerais, capturados no período de junho/02 a maio/03. Classes de comprimento MACHOS FÊMEAS padrão (Lt) em cm 9 a 12 17 8 12,1 a 15 11 22 15,1 a 18 25 39 18,1 a 21 37 44 21,1 a 24 34 28 24,1 a 27 20 26 27,1 a 30 16 22 30,1 a 33 7 4 33,1 a 36 2 1 Total 169 194
25 Machos 20
% (
ia 15 c
n
üê q 10 e Fr 5
0 10,5 13,5 16,5 19,5 22,5 25,5 28,5 31,5 34,5 Cla sse s de ta m a nho 25 Fêmeas 20
% ( a i 15 c
n
üê q 10 e Fr 5
0 10,5 13,5 16,5 19,5 22,5 25,5 28,5 31,5 34,5 Classes de tamanho
Figura 23. Distribuição de freqüências relativas (%) de classes de tamanho (cm) de machos e fêmeas de M. micans do rio São Francisco, região de Três Marias. 48
5. DISCUSSÃO
5.1. Morfologia das gônadas, gametogênese e estádios de maturação gonadal e tipo de desova
5.1.1. Morfologia dos testículos
Os testículos de M. micans, apresentaram macroscopicamente, padrão morfológico e relações anatômicas similares ao da maioria dos
Serrasalminae brasileiros.
As variações morfológicas observadas nos testículos de M. micans, durante o processo reprodutivo estão relacionadas aos estádios de maturação gonadal, tendo sido limitadas a mudanças na coloração (de transparentes na fase de repouso a branco-leitoso no período reprodutivo), forma, volume e vascularização, similar a outro teleósteos (BAZZOLI, 2003)
Outros autores também relataram variações em testículos de alguns teleósteos, tais como: testículos multilobulados em Tandanus tandanus
(DAVIS, 1977), ovóides em Gambusia affinis holbroaki (FRAILE et al., 1992), franjados em Pimelodus maculatus e Iheringichthys labrosus (BAZZOLI et al.,
1997).
Entretanto, as variações encontradas em testículos de M. micans, podem ser consideradas discretas quando comparadas àquelas de ovários de outros teleósteos neotropicais, descritas por BAZZOLI & GODINHO (1991) e
MENEZES & CARAMASCHI (1994).
49
5.1.2. Espermatogênese
As características morfológicas das células de linhagem espermatogênicas em M. micans, são similares àquelas de outros teleósteos brasileiros (BAZZOLI, 1985; CECÍLIO & AGOSTINHO, 1991; BENJAMIN, 1996;
MAGALHÃES, 1998; ROMAGOSA et al., 1999; ISAAC-JÚNIOR, 1999).
A maioria dos autores consideram que a espermatogênese de peixes ocorre sincronicamente no interior dos cistos e a linhagem espermatogênica inicia a partir da associação de uma espermatogônia primária com uma célula de Sertoli (PUDNEY, 1993). Porém, existe discordância quanto à fase de desenvolvimento em que as células da linhagem se encontram no momento do rompimento da parede do cisto. São sugeridos dois tipos: espermatogênese semi-cística, quando no momento do rompimento do cisto as células germinativas encontram-se na fase de espermátide, que foi observada em
Galeocharax knerii (MAGALHÃES et al., 2004) e em Bryconops affinis
(ANDRADE et al., 2001); e, espermatogênese cística, quando no momento do rompimento do cisto as células encontram-se na fase de espermatozóide, que foi observada, em Leporinus silvestrii (ANDRADE & GODINHO, 1983) e
Gambusia affinis holbroaki (FRAILE et al., 1992, ANDRADE et al., 2001). 50
5.1.3. Morfologia dos Ovários
Os ovários de M. micans apresentaram macroscopicamente, padrão morfológico e relações anatômicas similares a outros Serrasalminae
(FERREIRA & GODINHO, 1990; ANDRADE, 1999).
Não foram verificadas em M. micans variações anatômicas encontradas nos ovários de algumas espécies, tais como a presença de ovário
ímpar em Gymnotus carapo (BARBIERI & BARBIERI, 1985) e Arapaima gigas
(VENTURIERI et al., 1997).
Com base em características anatômicas dos ovários, HOAR (1969) propôs duas classificações: ovário do tipo gimnovariano, no qual a liberação dos ovócitos ocorre na cavidade celômica; e, ovário cistovariano, caracterizado pelo processo de liberação dos ovócitos na cavidade ovariana, que por sua vez está em continuidade com o oviduto, através do qual os ovócitos alcançam o meio externo. De acordo com a classificação deste autor, M. micans apresenta ovários do tipo cistovariano.
A coloração dos ovários é influenciada pela cor dos ovócitos vitelogênicos. Para os peixes da bacia do rio São Francisco, são consideradas três categorias predominantes de cores: a) amarela; b) cinza e, c) verde (SATO et al.,2003). Os ovários de M. micans apresentaram coloração amarelada, estando portando enquadrada na categoria a.
51
5.1. 4. Ovogênese
A origem e o desenvolvimento dos ovócitos de M. micans parecem ser semelhantes aos dos teleósteos de um modo geral. A classificação e o número de estádios de maturação ovocitária variam conforme os critérios adotados, as características das gônadas da espécie estudada e o tamanho da amostra obtida (BAZZOLI, 2003). Tendo como referência às modificações sofridas pelas células durante o processo de maturação, os ovócitos de M. micans foram diferenciados em quatro estádios, com base nas classificações com BAZZOLI & RIZZO (1990) e RIZZO & BAZZOLI (1993).
Os folículos pós-ovulatórios ou vazios observados em M. micans são originários a partir do processo de hipertrofia das células foliculares, estruturas remanescentes nos ovários pós-desova, e semelhantes ao encontrados em
Prochilodus marggravii (BONCOMPAGNI JR., 2002).
Em M. micans, atresia folicular foi freqüente em ovócitos vitelogênicos de ovários desovados. Atresia folicular é um fenômeno comum em ovários de vertebrados sob condições naturais e experimentais
(SAIDAPUR, 1978), podendo ser induzido por fatores externos como stress, agentes biocidas, luz, temperatura, confinamento e níveis inadequados de hormônio (NAGAHAMA, 1983). Ovócitos atrésicos são caracterizados pela perda de turgidez celular, ruptura da membrana vitelina, hipertrofia das células e liquefação do vitelo, podendo ocorrer em fases pré-desova, desova e pós- desova, porém, ocorre com mais freqüência em ovários nos estádios em maturação, maduros e parcialmente ou totalmente desovados (VAZZOLER,
1996; BONCOMPAGNI JR, 2002). 52
5.1.5. Estádios de maturação gonadal de machos e fêmeas, e tipo de
desova de M. micans
Foram identificados seis estádios de maturação gonadal em machos e cinco em fêmeas de M. micans, de acordo com a classificação proposta por
BAZZOLI (2003).
Para outras espécies de caracídeos brasileiros que ocorrem em represas, tais como Moenkhausia intermedia (HOJO et al., 2004), e
Galeocharax knerii (MAGALHÃES et al., 2004), nos quais foi utilizada a mesma classificação de BAZZOLI (2003), registraram-se cinco estádios de maturação gonadal em machos e também em fêmeas. No entanto, para Leporinus taeniatus (THOMÉ et al., 2005), um outro caracídeo endêmico da bacia do São
Francisco, foram observados três estádios de maturação gonadal em machos e também em fêmeas. Estas variações quanto ao número de estádios de maturação gonadal podem estar relacionados com os critérios utilizados e com a inclusão de peixes imaturos.
A determinação dos estádios do ciclo reprodutivo é importante para a compreensão do comportamento reprodutivo de uma espécie dentro do seu habitat (BAZZOLI, 2003). Apesar de o desenvolvimento ovariano ser um processo contínuo e cíclico, ele é descrito em fases, podendo variar em número de acordo com o tipo de desova e o grau de conhecimento sobre o processo reprodutivo de cada espécie (VAZZOLER, 1996).
53
O processo reprodutivo dos peixes é controlado por mecanismos internos que sofrem influência de fatores ambientais. Os dois tipos de desova descritos por NAUMOV (1956) - total e parcelada - são diferenciados pela presença de ovócitos em uma ou mais fases de desenvolvimento, além daqueles do estoque de reserva. Os exemplares de M. micans analisados apresentaram desova parcelada, com base na ausência de fêmeas totalmente desovadas (F4B) e nas características histológicas de ovários desovados contendo ovócitos em todas as fases de desenvolvimento (O1, O2, O3 e O4).
Histologicamente, os ovários de M. micans apresentaram características de desenvolvimento ovocitário do tipo “assincrônico”, indicativo de peixes de desova parcelada, conforme relatos para A. fuscoguttatus
(ARAÚJO & GARUTTI (2002).
Os ovários de teleósteos foram classificados por WALLACE &
SELMAN (1981) e DE VLAMING (1983), em três tipos, seguindo o padrão de desenvolvimento ovocitário: a) “sincrônico total” onde todos os ovócitos encontram-se no mesmo estádio de desenvolvimento, ocorrendo em espécies que desovam uma única vez e morrem; b) “sincrônico por grupos”, onde encontram-se no mínimo duas populações de ovócitos em diferentes estádios de desenvolvimento, característicos de teleósteos que desovam uma vez ao ano e têm curta estação reprodutiva; e c) “assincrônico”, que apresenta ovários contendo todos os estádios de desenvolvimento, característico de espécies que desovam muitas vezes durante o ano e possuem prolongado período reprodutivo. 54
Peixes em atividade reprodutiva, nos estádios de maturação inicial
(2), maturação avançada/maduro (3) e/ou espermeado/desovado (4) ocorreram o ano todo, indicando que M. micans apresentou desova parcelada de acordo com a classificação de NAUMOV (1956). O longo período de desova, a ausência de fêmeas totalmente desovadas e as características histológicas de ovários desovados contendo ovócitos em todas as fases de desenvolvimento
(01, 02, 03 e 04) também indicou que a espécie apresenta desova parcelada.
5.2. Análise quantitativa da atividade reprodutiva (índices biológicos)
O IGS de fêmeas de M. micans apresentou valores mais altos no bimestre outubro/novembro, quando 23,08% das fêmeas estavam no estádio de maturação inicial. Já para os machos os maiores valores foram observados em dezembro/janeiro, período de valores elevados de temperatura e chuvas, quando 13,33% dos machos estavam no estádio de maturação inicial.
Entretanto, SANTOS et al. (2004) estudando a biologia reprodutiva de
Iheringichthys laborus, escontrado na represa de Furnas, também em Minas
Gerais, verificaram que machos e fêmeas desta espécie, apresentaram os mais altos valores de IGS nos estádios de maturação avançada/maduro, com IGS decrescendo nos estádios espermeado/desovado. De acordo com
AGOSTINHO et al. (1992), o incremento de valores IGS é associado com a maturação, enquanto o decréscimo de valores é relacionado com a extrusão e/ou reabsorção de gametas.
55
Nos machos, os valores mais elevados de IHS durante os estádios
M2 e M4, ocorreram em junho/julho. SCOTT & PANKHURST (1992) demonstraram que em vários estádios do ciclo reprodutivo dos machos de teleósteos, o fígado não influencia na maturação dos testículos, diferentemente das fêmeas.
Nas fêmeas de M. micans, os valores mais elevados de IHS foram observados, durante os estádios F2 e F3, em outubro/novembro, podendo este fato estar relacionados com pela síntese da vitelogenina no fígado, de acordo com SELMAN & WALLACE (1989).
O k1 e k2 de fêmeas e machos foram mais altos em agosto/setembro. Os valores mais baixos de k2 para machos e fêmeas, foram registrados em fevereiro/março, coincidindo com os estádios de maturação avançada/maduro (M3 e F3), podendo estar relacionado com a redução na atividade alimentar e o consumo da reserva de lipídeos durante o período reprodutivo (ORTAZ, 1977).
A baixa freqüência de fêmeas F3 e machos M3, mesmo no período de reprodução dos peixes (novembro, dezembro e janeiro), deve-se provavelmente as baixas temperaturas da água a jusante da barragem
(hipolímnio). A temperatura da água do rio São Francisco, nos primeiros 34 km a jusante da barragem, é diretamente influenciada pela água utilizada pela
UHE de Três Marias na geração de energia, coletada do hipolímnio da barragem, apresentando diferença de até 3º C entre a superfície (eplímnio) e o fundo (hipolímnio) (SATO et al., 2005). 56
5.3. Relação peso corporal / comprimento padrão
A relação peso/comprimento obtida para machos foi:
Wt = 0,028265311.Lt2,8954 (r2=0,985); e para fêmeas: Wt = 0,024740592.Lt2,94397
(r2 = 0,982). A população estudada apresentou crescimento alométrico (b < 3).
O coeficiente de alometria indica a velocidade de inflexão da curva para atingir os valores assintóticos, isto é, quando o crescimento passa a apresentar um incremento irrelevante em relação ao peso. Já o fator de condição, relacionado ao bem estar ou índice de gordura do peixe, geralmente é maior quando associados a indivíduos que apresentam maiores pesos para um dado comprimento (LE CREN, 1951).
Em alguns casos, o valor do fator de condição diminui quando a freqüência de indivíduos maduros é elevada (VAZZOLER & VAZZOLER, 1965), ou quando a gônada alcança sua maturidade máxima, representando, nestes casos mais um indicador de períodos de alimentação e jejum, podendo estar também ligados ao ciclo reprodutivo (ARAÚJO & VICENTINI, 2001).
5.4. Estrutura populacional de M. micans
Para M. micans, a proporção encontrada registrou–se 53,44% de fêmeas e 46,56% de machos, que é de aproximadamente 1:1. De acordo com
NIKOLSKI (1963), a proporção entre sexos de peixes neotropicais é geralmente de 1:1, desta forma os resultados obtidos no presente trabalho estão coerentes com os dados disponíveis na literatura. A análise da proporção sexual em uma população fornece subsídios importantes para a compreensão de sua dinâmica reprodutiva BARBIERI, (1992). Fatores externos como crescimento e mortalidade podem interferir na determinação da proporção sexual de uma determinada espécie, ao longo do ciclo de vida. 57
6. CONCLUSÕES
As variações morfológicas observadas nos testículos de pacu, M.
micans, durante o processo reprodutivo estão relacionadas aos estádios
de maturação gonadal, e as características morfológicas das células de
linhagem espermatogênica foram similares àquelas de outros teleósteos
brasileiros.
Os ovários de M. micans apresentaram macroscopicamente, padrão
morfológico e relações anatômicas similares ao da maioria dos peixes
teleósteos brasileiros, sendo que não foram verificadas variações
anatômicas observadas nos ovários de outras espécies.
Os folículos pós-ovulatórios ou vazios, estruturas remanescentes nos
ovários pós-desova, observados em M. micans são originários a partir
do processo de hipertrofia das células foliculares, e a atresia folicular foi
freqüente em ovócitos vitelogênicos de ovários desovados.
Foram identificados seis estádios de maturação gonadal em machos e
cinco em fêmeas de M. micans.
A relação peso/comprimento obtida para machos foi: Wt =
0,028265311.Lt2,8954 (r2 = 0,985), e para fêmeas: Wt =
0,024740592.Lt2,94397 (r2 = 0,982) A população estudada apresentou
crescimento alométrico (b < 3).
A estrutura populacional de M. micans, mostrou uma proporção de
53,44% de fêmeas e 46,56% de machos, aproximadamente 1:1.
Os resultados obtidos neste estudo sugerem que a legislação em vigor
deve ser modificada, pois foram encontrados machos e fêmeas maduras
com menos de 40 cm, tamanho mínimo de captura hoje considerado. 58
7. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS
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