Databáze Živočišné Rdna

MASARYKOVA UNIVERZITA Přírodovědecká fakulta

Biofyzikální ústav AVČR, v.v.i.

Databáze živočišné rDNA

Disertační práce

Jana Sochorová

Školitel: RNDr. Aleš Kovařík, CSc. Brno, 2019

Bibliografický záznam

Jméno a příjmení autora: Ing. Jana Sochorová

Biofyzikální ústav AVČR, v.v.i.

Název disertační práce: Databáze živočišné rDNA

Studijní program: Biochemie

Studijní obor: Genomika a proteomika

Školitel: RNDr. Aleš Kovařík, CSc.

Biofyzikální ústav AVČR, v.v.i.

Akademický rok: 2018/2019

Počet stran: 92

Klíčová slova: 5S rDNA, 45S rDNA, databáze, hybridizace in situ, karyotyp

Bibliographic entry

Author: Ing. Jana Sochorová

Institute of Biophysics of the CAS, v.v.i.

Title of Dissertation: Animal rDNA database

Degree Programme: Biochemistry

Field of Study: Genomics and proteomics

Supervisor: RNDr. Aleš Kovařík, CSc.

Institute of Biophysics of the CAS, v.v.i.

Akademic Year: 2018/2019

Number of Pages: 92

Keywords: 5S rDNA, 45S rDNA, database, in situ hybridization, karyotyp

Abstrakt Ribozomální DNA (rDNA), která kóduje 5S a 45S (18S-5.8S-26S) rRNA, je důležitou součástí eukaryotických chromozomů, počet a pozice lokusů rDNA se však liší. V důsledku nárůstu počtu publikací o živočišné rDNA (více než 600 publikací do roku 2017) vyvstala potřeba data zpřehlednit, zpřístupnit a statisticky je vyhodnotit. Proto jsme vytvořili Databázi živočišné rDNA, která udává informace o počtech a poloze lokusů rDNA na chromozomech. Shromážděná data z hybridizací in situ (s radioaktivním i fluorescenčním značením) metafázních chromozomů (mitotických i meiotických) zahrnují informace o karyotypech obratlovců (ryby, plazi, ptáci, obojživelníci a savci) a bezobratlých (hmyz a měkkýši). Další skupiny jsou zastoupené pouze několika druhy. Databáze živočišné rDNA je přístupná na internetové stránce http://www.animalrdnadatabase.com/. V databázi se nachází informace o počtu a pozici 5S a 45S rDNA ve více než 1 700 karyotypech (>300 čeledích). rDNA může být lokalizována na kterémkoliv typu chromozomu, včetně pohlavních chromozomů (X, Y, Z a W), B chromozomů a mikrochromozomů. Medián počtu lokusů rDNA má hodnotu kolem dvou lokusů na diploidní počet chromozomů, navzdory velké variabilitě počtu lokusů. Největší variabilitu v počtu lokusů 45S vykazují ryby (1 až 27 45S/ 1C), nejvíce variabilní v počtu lokusů 5S rDNA jsou plazi (1 až 37 5S/ 1C). Počet lokusů a velikost genomu nevykazují žádnou korelaci, stejně tak i počet lokusů 5S a 45S. V každé skupině živočichů se vyskytují všechny základní pozice rDNA na chromozomech. Pozice lokusu 45S rDNA je většinou terminální (>60% karyotypů) kromě druhů z kmene členovců, které vykazují většinou pericentromerickou pozici, a to především v řádu Orthoptera. Pozice 5S rDNA je více variabilní než 45S. Internetová stránka Databáze živočišné rDNA zaznamenala od roku 2017 více než 2200 přístupů. Aktualizace databáze, která je plánovaná na rok 2019, jistě přinese ohlas vědecké veřejnosti.

Abstract

Ribosomal DNA (rDNA) loci encoding 5S and 45S (18S-5.8S-26S) rRNA are important components of eukaryotic chromosomes varying both in numbers and locations. Accumulation of cytogenetic information on animal rDNA loci (more than 600 papers published until 2017) resulted in an increased demand for its archiving, public accessibility and the robust statistical analysis. We therefore took effort and constructed the Animal rDNA database containing information about the number and position of rDNA loci on animal chromosomes. The collected data are based on in situ hybridisation studies (both radioactive and fluorescent) of metaphase chromosomes (both mitotic and meiotic) carried out in major groups of vertebrates (fish, reptiles, birds, amphibians and mammals) and invertebrates (insects and mollusks). Other groups of animals (such as the worms) are only minor represented. The Animal rDNA database is publicly accessible via a web-based interphase at http://www.animalrdnadatabase.com/. The database contains cytogenetic information about 5S and 45S rDNA loci in more than 1 700 animal karyotypes (species coming from >300 families). rDNA loci can occur on any chromosome type including autosomes, sex chromosomes (X, Y, Z and W), supernumerary B chromosomes and microchromosomes. Statistical evaluation indicates that the median number of rDNA sites per diploid genome is close to two despite large interspecies variation. Fishes have the greatest variability in the number of 45S rDNA loci (2 to 54 sites/2C). Among the 5S loci the highest variability was recorded in reptiles (2 to 74 sites/2C). There is no significant correlation between the number of rDNA loci and genome size and also between the number of 5S and 45S rDNA loci in karyotypes. Each group contained rDNA sites at any chromosome location. The most prevalent position of 45S rDNA loci is terminal (>60% karyotypes) with the exception of arthropods, where the pericentromeric location is more frequent, particularly in the Orthoptera order. The position of 5S rDNA loci is generally more variable than the position of 45S rDNA loci. We observed that the internet page of the Animal rDNA database is viable and has been contacted for more 2200 times since its establishment in 2017. We are optimistic in that its next update scheduled to 2019 will receive attention from the scientific community.

Obsah

1 Literární úvod ...... 9 1.1 Ribozomální DNA ...... 9 1.2 Názvosloví rDNA a rRNA ...... 10 1.3 Struktura rDNA ...... 10 1.4 5S rDNA...... 12 1.5 45S rDNA ...... 13 1.6 Pseudogeny a orphony ...... 15 1.7 Metody detekce rDNA...... 15

1.8 Eukaryotický chromozom ...... 16 1.9 Lokalizace rDNA na chromozomech ...... 17 1.10 Využití rDNA...... 18 1.11 Modely evoluce rDNA ...... 18 1.11.1 Model birth-and-death ...... 18 1.11.2 Model koncertované evoluce ...... 19 1.12 rDNA prokaryot ...... 20 1.13 Struktura lokusů 45S a 5S rDNA u eukaryot...... 21 1.14 rDNA kvasinek ...... 21

1.15 Rostlinná rDNA ...... 22 1.16 Živočišná rDNA ...... 23 1.17 Biologické databáze ...... 24 1.17.1 Databáze nukleových kyselin ...... 26 1.17.2 Sekundární databáze ...... 27 1.17.3 Genomové databáze ...... 27 1.17.4 Databáze velikosti genomů a počtu chromozomů ...... 28 1.17.5 Databáze, zabývající se rDNA a rRNA ...... 29

1.17.6 Další databáze...... 30 1.17.7 Meta Databáze ...... 30 2 Cíle disertační práce ...... 31 3 Materiál a metody ...... 32 3.1 Vyhledávání informací ...... 32

3.2 Tvorba a statistická analýza databáze ...... 33

3.3 Konstrukce webové stránky ...... 33 4 Výsledky ...... 34 4.1 Internetová podoba databáze živočišné rDNA ...... 34 4.2 Statistické vyhodnocení výsledků databáze ...... 36 4.2.1 Druhové složení databáze ...... 36 4.2.2 Analýza počtu lokusů rDNA ...... 37 4.2.3 Pozice rDNA na chromozomech ...... 40 4.2.4 Lokalizace a počet lokusů rDNA ...... 42 4.2.5 Vzájemná pozice lokusů 5S a 45S rDNA ...... 42

4.2.6 Vztah pozice rDNA a morfologie chromozomu ...... 43 4.2.7 Vztah počtu lokusů a velikosti genomu ...... 45 4.2.8 Výskyt rDNA na autozomech, pohlavních a nepárových chromozomech .... 45 4.2.9 Variabilita v rámci skupin živočichů ...... 46 4.2.10 Statistika použitých publikací ...... 46 5 Diskuse ...... 48 5.1 Počet lokusů rDNA ...... 48 5.2 Pozice lokusů rDNA na chromozomu ...... 51

5.3 Srovnání databází živočišné a rostlinné rDNA ...... 52 5.4 Vzájemná pozice 5S a 45S (35S) rDNA ...... 53 5.5 Vztah variability rDNA a fylogenetického stáří taxonomických skupin ...... 54 5.6 Internetová podoba databáze ...... 54 6 Závěr...... 56 Literatura ...... 57 Příloha 1 ...... 80 Příloha 2 ...... 82

1 Literární úvod

1.1 Ribozomální DNA Geny pro ribozomální RNA (rRNA), které jsou přítomny ve všech buňkách, jsou důležitými housekeeping geny. Obsahují velmi konzervované úseky, které se střídají s velmi variabilními úseky. Konzervované úseky se užívají k detekci genů na chromozomech pomocí hybridizačních metod (např. FISH) a variabilní úseky se užívají ke zjištění fylogeneze (Lim a kol., 2012). Geny pro rRNA jsou uspořádány do tandemů (tandemových repetic), přičemž rámcový počet repetic bývá charakteristický pro daný druh (Ide a kol., 2010), ovšem i zde může docházet k variabilitě (Paredes a kol., 2011). V repetitivních sekvencích se většinou hromadí mutace. Geny rDNA si však udržují velkou homogenitu, díky kontrole kvality rDNA v genomu, která zabraňuje mutacím (Ganley a Kobayashi, 2007). Obecné složení ribozomů z podjednotek je společné všem organismům (Obrázek 1.). Na molekulární úrovni se rDNA vyznačuje konzervativními sekvencemi a univerzální sekundární strukturou některých oblastí 18S a 28S rDNA (Kupriyanova, 2000). U rostlin a kvasinek se nachází 35S rDNA (obsahuje geny pro 18S, 5.8S a 26S rRNA), u živočichů je to 45S rDNA (18S, 5.8S a 28S rRNA). Struktura rDNA je podrobněji popsána v dalších kapitolách. Kódující oblast 5S rDNA je také vysoce konzervovaná (Ribeiro a Fernandez, 2004). Rozmístění konzervovaných a variabilních úseků souvisí se skládáním rRNA v ribozomu, přičemž oblasti, které tvoří dvouřetězcové struktury, bývají více konzervované než jednovláknové vlásenky. Pro normální funkci ribozomů je nejdůležitější sekundární struktura rRNA, proto substituce v jednom řetězci dvouřetězcové konzervované oblasti je často kompenzována substitucí ve druhém řetězci. Mnoho úseků 18S a 28S rRNA je velmi konzervovaných, například ty, kterými interagují s 5S a 5.8S rRNA (Kupriyanova, 2000). 18S, 28S a 5.8S rRNA, ale také obě sekvence ITS (internal transcribed spacer) vykazují univerzální sekundární strukturu, primární struktura je naopak odlišná u různých druhů (Kupriyanova, 2000).

Obrázek 1. Struktura ribozomů (Anger a kol. 2013). A. Homo sapiens. B. Drosophila melanogaster.

Ve všech eukaryotických buňkách jsou geny rRNA uspořádány v dlouhých tandemových repeticích. Na chromozomech jsou geny rRNA tvořící organizátor jadérka (NOR, nucleolar organizing region) morfologicky rozlišitelné. V jadérku probíhá jejich intenzivní transkripce a skládání ribozomu za účasti všech čtyř typů rRNA a přibližně 70 bílkovin. V průběhu mitózy jadérko mizí, nicméně “stopa” po něm zůstane na chromozomech v podobě kondenzovaného a dekondenzovaného chromatinu rDNA, tzv. sekundární konstrikce (Kupriyanova, 2000). Ribozomální RNA patří mezi relativně méně stabilní regiony v genomu díky nehomologní rekombinaci mezi repeticemi. Selekcí se však udržuje relativně stabilní počet genových kopií v lokusu. Nestabilní součásti genomu mohou například uspíšit buněčnou senescenci, tedy snížit životnost buňky (Kobayashi, 2014). Ribozomální geny jsou zodpovědné za produkci více než 90% RNA v buňce (Paredes a kol., 2011). Různé typy RNA tvoří 60% objemu ribozomu (Hemleben a kol., 2000). Počet kopií genů 45S rDNA se u eukaryot pohybuje od cca padesáti až do 25 000 (Long a Dawid, 1980). Poměr rDNA ke zbytku genomu ukazuje proteosyntetickou kapacitu buňky, která ovlivňuje velikost, životaschopnost a fertilitu jedince (především u rostlin). Množství rDNA tedy není konstantní, mění se v průběhu života. Proto bývá rDNA u některých organismů během diferenciace buněk, v době intenzivní proteosyntézy, amplifikována a tvoří extrachromozomální kroužky (Hay a Gurdon, 1967). Tyto kroužky intenzivně exprimují rDNA. K tomuto jevu dochází v raném embryogenetickém vývoji ryb, obojživelníků a dalších organismů (Kupriynova, 2000). Extrachromozomálními kruhové molekuly mají také vliv na stárnutí buněk, stárnoucí buňky je akumulují (Park a kol., 1999). Přidáním kruhové rDNA do mladých buněk se uspíší buněčný vývoj a stárnutí (Kupriyanova, 2000).

1.2 Názvosloví rDNA a rRNA Ribozomální DNA a RNA je u mnoha druhů pojmenována podle rychlosti sedimentace molekul v ultracentrifuze, která se měří v jednotkách Svedberg (S). Čím vyšší je sedimentační koeficient ve Svedberových jednotkách, tím rychlejší je sedimentace. Například 23S rRNA (velká podjednotka ribozomu u prokaryot) se vyznačuje rychlostí sedimentace 23S. Větší rRNA sedimentuje rychleji, tedy 23S je rychlejší než 16S rRNA (Röhl, 1983).

1.3 Struktura rDNA 5S rRNA je syntetizována RNA polymerázou III a tvoří (spolu s 28S, 5.8S a proteiny) velkou podjednotku ribozomu. Druhou třídu genů rRNA tvoří 45S rDNA, která je přepisována RNA polymerázou I na 18S, 5.8S a 28S rRNA. 18S rRNA spolu s proteiny vytváří malou podjednotku ribozomu, 5S, 5.8S a 28S RNA se spolupodílejí na struktuře 10

velké podjednotky ribozomu (Doudna & Rath 2002). rRNA v ribozomu spolu s tRNA hrají důležitou roli při tvorbě polypeptidů v ribozomu (mají katalytickou funkci), ribozomální proteiny (r-proteiny) udržují strukturu ribozomu a regulují translaci. Počet rRNA a proteinů je v buňce vyrovnaný. Každý r-protein je v zásadě kódován jedním genem a příslušná mRNA je překládána mnohokrát po sobě. Naproti tomu strukturní rRNA vyžaduje pro masivní produkci přítomnost mnoha genových kopií (Kobayashi, 2014). R- proteiny tvoří přibližně 50% všech proteinů a rRNA představuje 80% RNA v buňce kvasinky (Warner, 1999). Geny pro rRNA jsou z evolučního hlediska vysoce konzervované od bakterií až po člověka (Kobayashi, 2011). rDNA u eukaryot tvoří klastry, které jsou vysoce repetitivní a tvoří část jadérka. rDNA je přepisována, zpracovávána a sestavena v ribozomech spolu s r- proteiny. Tato organizace je u všech eukaryot konzervovaná. V lidských buňkách se nachází pět klastrů 45S rDNA, které jsou na chromozomech 13, 14, 15, 21 a 22. Na těchto akrocentrických chromozomech tvoří rDNA většinu krátkého raménka. rDNA tvoří tandemové repetice a každý klastr obsahuje asi 70 repetitivních jednotek, z nichž každá je dlouhá přibližně 43 kb (Sakai a kol., 1995; Gonzalez a Sylvester, 1995). Nedávná studie však ukázala na neočekávanou variabilitu v počtech genových kopií mezi lidskými populacemi a etniky (Parks a kol., 2018). V kvasince S. cerevisiae se nachází asi 150 repetic rDNA s jednotkou dlouhou asi 9,1 kb, které tvoří jediný klastr na chromozomu XII (Kobayashi a kol., 1998). Sekvence genů pro rRNA je u eukaryot vysoce konzervovaná, intergenový mezerník (IGS) je naopak variabilní v délce a sekvenci. Avšak i v IGS se nachází unikátní oblasti, jako například počátek replikace, místo blokující replikační vidlici (replication fork blocking site) a promotor, který řídí syntézu transkriptu rRNA. Odhaduje se, že během jednoho buněčného cyklu bývá aktivována asi pětina replikačních počátků (Kobayashi, 2014), přičemž replikační počátky jsou klastrované (Pasero a kol., 2002). Kromě buněčného jádra se rDNA rovněž vyskytuje v mitochondriích a chloroplastech (u rostlin). Organelové rDNA (například 12S a 16S v mitochondriích savců) jsou podobné prokaryotickým rDNA, což podporuje endosymbiotickou teorii vzniku těchto organel (Van Etten a kol., 1980). Vysoce repetitivní struktura rDNA způsobuje náchylnost k rekombinacím a ztrátě kopií v repeticích po rekombinaci. Pokud je jedna repetice například poškozena, může být opravena rekombinací s jinou kopií. V tomto případě vznikne ztráta kopií v místě poškození i v templátovém místě. Repetitivní sekvence nepoškozené rDNA tvoří sekundární strukturu, která může interagovat s jinou oblastí DNA, nebo mohou jednotlivé kopie interagovat mezi sebou. Struktura může pozdržet replikaci a tím umožnit opravu poškozené rDNA v replikační vidlici pomocí rekombinace. rDNA je tedy snadno přístupná k opravám, ale také při tom dochází ke ztrátě kopií. Trinukleotidové repetice jsou také nestabilní sekvence DNA (Ashley a Warren, 1995). Tvoří sekundární struktury, které zabraňují replikaci DNA a jsou to místa, kde především dochází k rekombinaci, translokaci, nebo zvýšení počtu kopií (Samadashwily a kol., 1997), což však většinou způsobí nevratnou změnu chromozomu.

rDNA má naproti tomu zvláštní udržovací systém. U kvasinek byla pozorována nesymetrická rekombinace se sousední kopií na volném konci zlomeného vlákna rDNA, kde znovu začala replikace. Každý organismus udržuje počet kopií rDNA v určitém rozmezí, typickém pro daný druh. Například Drosophila melanogaster má průměrně asi 240 kopií rDNA, Xenopus laevis 600 kopií a Arabidopsis thaliana 570 kopií (Kobayashi, 2014). V lidských buňkách se rDNA vyskytuje v pěti klastrech a každý klastr obsahuje asi 70 kopií, což dohromady znamená asi 350 kopií (15 Mpb) na haploidní genom (Sakai a kol., 1995). Rostliny většinou obsahují značně amplifikovanou rDNA. Například hrách (Pisum sativum) má kolem 4 tisíc kopií (Ingle a kol., 1975). Avšak nedávná studie 5S rDNA u ryb (štika, Esox lucius) prokázala více než 20 tisíc genů na haploidní genom, což ukazuje, že extrémní ampifikace rDNA není výjimkou ani u obratlovců (Symonová a kol., 2017). S. cerevisiae má jeden klastr na chromozomu XII přibližně se 150 kopiemi. Tento klastr zabírá asi 60% chromozomu XII a 10% z celého genomu (Kobayashi a kol., 1998).

1.4 5S rDNA Geny pro 5S rRNA jsou tvořeny stovkami tandemově uspořádáných kopií základních jednotek. Jednotky jsou složené z kódujících oblastí 5S rDNA, které jsou konzervované i mezi nepříbuznými druhy, a netranskribovaných mezerníků (NTS, nontranscribed spacer sequence), které jsou velmi variabilní (Santos a kol., 2006). Kódující oblast je dlouhá v průměru 120pb. Netranskribovaný intergenový mezerník bývá obvykle delší než gen 5S rDNA (Ribeiro a Fernandez, 2004). Replikace 5S rDNA může být řízena nezávisle na replikaci zbytku genomu. Během oogeneze u obojživelníků a hmyzu dochází k extrémní amplifikaci 5S rDNA, zatímco v dalším stádiu, ve hmyzích polytenních buňkách se počet kopií výrazně sníží (Ribeiro a Fernandez, 2004). V eukaryotických buňkách je 5S rDNA transkribována polymerázou III, transkripce je regulována předcházejícími (upstream) sekvencemi a velmi konzervativními interními promotory. Jeden z transkripčních faktorů, který se váže na interní promotor je TFIIIA (Kohorn a Rae, 1983; Rubacha a kol., 1984; Garcia a kol., 1987; Kress a kol., 2001). Jednotka druhu Bradysia hygida je dlouhá 400pb a obsahuje transkribovanou část a mezigenový mezerník (Ribeiro a Fernandez, 2004). V konzervativní části kodující oblasti se nachází internal control region (ICR), který sestává ze 3 částí: A box, intermediate element a C box. Tyto části slouží jako promotor transkripce, A box je vazebné místo polymerázy III, ostatní elementy interagují s TFIIIA (Korn a Brown, 1978). Oblast NTS je sice velmi variabilní, ale přesto se v ní nachází konzervativní jednotky, které hrají důležitou roli při regulaci exprese genů 5S rRNA (sekvence podobné TATA, oligonukleotidové sekvence, D box u savců) (Rodrigues a kol., 2012). Sekvence 5S rDNA se používají v mnoha fylogenetickych studiích jako genetické markery k rozlišení druhů, hybridů a linií (Singh a kol., 2009; Rodrigues a kol., 2012).

Díky dynamické délce sekvencí NTS se 5S rDNA dělí do několika tříd (Martins a Galetti, 2001; Wasko a kol., 2001; Rodrigues a kol., 2012). Campo a kol. (2009) dokázali přítomnost dvou typů 5S rDNA u 12 druhů ryb rodu Merluccius. Typy rDNA se lišily přítomností nebo absencí dvou druhů 5S rDNA SSR (single sequence repeat) v sekvenci NTS. Pinhal a kol. (2009) zjistili přítomnost dvou typů 5S rDNA, u žraloků druhu Rhizoprionodon. U mnoha druhů ryb se tyto dvě rodiny rDNA nacházejí na různých chromozomech (Martinez a kol., 1996; Fujiwara a kol., 1998; Sajdak a kol. 1998; Martins a Galetti, 2000), některé druhy je však mají na jednom chromozomu (Inafuku a kol., 2000; Fontana a kol., 2003; Tigano a kol., 2004).

1.5 45S rDNA V eukaryotických buňkách se 45S rDNA skládá z přepisované oblasti (ribozomálního operonu) a ribozomální intergenové oblasti (rIGS). 45S rDNA je přepisována RNA polymerázou I v jadérku, čímž vzniká velký (40S-47S) prekurzor rRNA (pre-rRNA). Pre-rRNA obsahuje 5'-ETS (5' external transcribed spacer), 18S rRNA, vnitřní přepisovaný mezerník (ITS-l, internal transcribed spacer), 5.8S rRNA, vnitřní přepisovaný mezerník (ITS-2, internal transcribed spacer), 28S rRNA a 3'-ETS (3' external transcribed spacer). Specifickým štěpením pre-rRNA vznikají funkční molekuly 28S, 18S a 5.8S rRNA. Ačkoliv geny 18S a 28S a mezerníky jsou u mnohobuněčných organismů delší než u jednodušších jednobuněčných organismů, jejich základní struktura zůstává stejná. Napřílad gen 28S je u savců asi o 1,5 kb delší než u kvasinek, v obou se však charakterickým způsobem střídají konzervativní a variabilní oblasti. Gen pro 28S rRNA u krysy je dlouhý 4802 nt a vykazuje pouze douprocentní polymorfismus v rámci jednoho druhu. Savčí geny pro 28S rRNA obsahují GC bohaté segmenty (GCs), které tvoří stabilní vlásenkovou strukturu. Při porovnání kvasinkových a krysích genů 28S rDNA byla zjištěna vysoká až střední homologie v různých oblastech, které se střídají s naprosto nehomologními oblastmi. Krysí 28S rDNA obsahuje osm GCs dlouhých od 30 do 760 nt, které odpovídají za rozdíl v délce genu 28S rDNA mezi kvasinkou a krysou. Inzerce a substituce nukleotidů v těchto oblastech jsou fenotypově neutrální (Kupriyanova, 2000). Intragenomická variabilita transkribovaných mezerníků je srovnatelná s variabilitou 28S rDNA, což bylo dokázáno u ITS-1 krysy (Mammalia, savci), Xenopus laevis (Amphibia, obojživelníci) a všech lidských transkribovaných mezerníků (Kupriyanova, 2000). U savců oba mezerníky obsahují repetice a mikrosatelitní motivy (Clark a kol., 1984). Sekvence ITS-1 u lidí, primátů, myši a krysy jsou velmi homogenní, zatímco sekvence ITS- 2 a 3'-ETS jsou evidentně heterologní. 45S rDNA je velmi dynamická a může expandovat při různých genomových přestavbách (Castro a kol., 1997). Tvorba nových NOR a souběžné změny struktury rDNA byly studovány například u jedné populace pstruha (Salmo salar) (Castro a kol., 1997). Genom S. salar obsahuje hlavní aktivní NOR na chromozomu 11. U populace ze severního Španělska byl zjištěn vysoký polymorfismus. Nové aktivní lokusy rDNA se nacházely v telomerické oblasti.

Tento jev, který se nazývá NOR transpozice, doprovází tvorba nových subrepetic rIGS, které se výrazně liší počtem a polohou. Analýza restrikčním štěpením odhalila tři hlavní oblasti rIGS, dvě se nacházely poblíž počátku a konce transkripce, což se shodovalo s rIGS u člověka a dalších druhů. U více jedinců z této populace bylo nalezeno více (o 25%) genů 28S rDNA, které obsahovaly inzert na 3' konci. U mnoha druhů jsou známé i inzerce retrotranspozonu do rDNA, u hmyzu dokonce došlo k inzerci v kódující oblasti (Kupriyanova, 2000). Struktura rIGS se může lišit i ve velmi příbuzných eukaryotických druzích a v průběhu evoluce se měnila více než struktura kódujících oblastí (Kupriyanova, 2000). Velikost rIGS evolucí narůstá od nižších k vyšším eukaryotům. Například u kvasinek tvoří rIGS 10% (2kb) jednotky rDNA kvasinek, zatímco u savců je to až 70% (30kb). Velikost rIGS může být proměnlivá i mezi jedinci stejného druhu (Castro a kol., 1997; Kupriyanova a kol., 1982; Kupriyanova, 2000). Variabilita se týká počtu repetic, jejichž jednotka je dlouhá 2-6 nukleotidů až stovky nukleotidů. Podle základní délky se tandemové repetice dělí na mikrosatelity, minisatelity a satelity. Dříve se předpokládalo, že tato variabilita nemá vliv na expresi genů rDNA, později však bylo dokázáno, že určité předcházející (upstream) sekvence od promotoru ovlivňují intenzitu exprese genů rDNA, kapacitu buněčné proteosyntézy a celkový stav organismu, což bylo dokázáno u rostlin (Kupriyanova, 2000; Sardana a kol., 1993; Maggini a kol., 1992). V rIGS se nachází množství regulačních prvků, důležitých pro funkci rDNA. Tyto prvky se většinou nachází v blízkosti promotoru a ovlivňují transkripci. Srovnání sekvencí regulačních prvků v různých organismech odhalilo rozdíly v primární struktuře i v uspořádání mnoha funkčních elementů (Jacob a kol., 1995). rIGS bývá u eukaryot zpravidla delší než přepisovaná část rDNA a vyznačuje se tendencí během evoluce narůstat. Pouze malá část rIGS je tvořena unikátími sekvencemi. Většinu rIGS tvoří hierarchicky uspořádané repetice, lišící se typem a komplexitou, a rozptýlené repetice. rIGS některých vyšších organismů (člověk, primáti, hlodavci) obsahuje více SINE než zbytek genomu (Jurka and Miloslavljevic, 1991; Deininger a kol., 1981). Příkladem jsou Alu retropozony u lidí a primátů a retropozony B2 a ID u hlodavců. Sekvence rIGS se může lišit mezi jedinci stejného druhu i v rámci jednotek rDNA jedince. Mezidruhová variabilita ve velikosti a rozložení repetic byla studována u X. laevis, D. melanogaster, mnoha ryb a hlodavců (Gonzalez a Sylvester, 1997; La Volpe a kol., 1985). Heterogenita rIGS je způsobena rozdílem v počtu repetic, hlavně částí přiléhajících ke kódující oblasti rDNA. Při analýze rIGS hybridů blízce příbuzných organismů, většinou auto- nebo aloploidů se uplatňuje model nukleolární dominance. Tento jev je spojen s polyploidií (především s alopolyploidií) a většinou k němu dochází u rostlin (Kupriyanova, 2000). Nukleolární dominance je epigenetický proces, při němž jsou exprimovány geny 45S rDNA získané pouze od jednoho rodiče, přičemž geny 45S rDNA od druhého rodiče jsou umlčené. Nukleolární dominance je jedním ze způsobů řízení množství rRNA v buňce pomocí regulace aktivity genů rDNA (Tucker a kol., 2010). U živočichů byla nukleolární dominance prostudována u mezidruhových hybridů v rámci rodů Xenopus (Kim a Wang, 14

1989) a Drosophila (Kupriyanova, 2000). Dalším příkladem je mula, která má umlčené všechny geny rDNA od jednoho rodiče, tedy osla (Kopp a Schleger, 1986). Tvorba 45S rRNA začíná v jadérku. Geny rDNA jsou přepisovány polymerázou I na 45S rRNA, což je prekurzor 18S, 5.8S a 26S (28S) rRNA dlouhý 13 000 pb. 45S rRNA je nejdříve chemicky modifikována. Modifikovaný prekurzor se váže na trans-acting faktory a ribozomální proteiny, převážně malé podjednotky, a vytvoří prekurzor ribozomu tedy 90S. Následně se vytvoří žlábek mezi 18S a 5.8S rRNA, což vede k tvorbě prekurzorů 40S a 60S ribozomálních podjednotek. Tyto podjednotky jsou exportovány z jádra a prochází další maturací v cytoplazmě. Tímto způsobem vzniká ribozom (Granneman and Baserga, 2004).

1.6 Pseudogeny a orphony Kromě NOR jsou v genomu také pseudogeny a orphony. Pseudogeny vznikají z funkčních genů, které kódují proteiny, pomocí mutací. Tyto mutace brání funkci genu, například poruší čtecí rámec, nebo je doprostřed genu vložen stop kodon. Pseudogeny se dělí na procesované a neprocesované. Neprocesované pseudogeny obsahují introny a často se nachází vedle funkční varianty genu. Procesované pseudogeny většinou neobsahují introny a promotor a vlivem působení retrotranspozonů mohou být přemístěné (D´Errico a kol., 2004). Orphony mohou být kódující nebo nekódující sekvence, které jsou většinou tandemově uspořádané, a které se nachází na místě netypickém pro daný druh nebo kmen (www.genscript.com). Struktura a fylogenetická distribuce pseudogenů naznačuje, že neinteragují s aktivními geny rDNA, tedy že nepatří do NOR (Brownel a kol, 1983; Zuriaga a kol., 2015). Výjimkou je mozaikovitý pseudogen druhu Drosophila, který obsahuje porušené i neporušené kopie genu 18S (Benevolenskaya a kol., 1997). Orphony byly poprvé objeveny u genů rDNA a histonových genů druhu Drosophila při hybridizaci restrikčních fragementů DNA na blotu. Restrikční fragmenty vznikly štěpením nukleázou neštěpící v rDNA (Childs a kol., 1981). Genom D. simulans obsahuje 240-nt dlouhé oblasti podobné rIGS, které tvoří velké tandemy (104 repetic) vedle lokusů rDNA (Lohe a Roberts, 1990). Amplifikace oblasti rIGS byla pozorována také u savců: u BALB/c myši tandem o 200 kopiích tvořil 13.5-kb dlouhý region, který byl součástí rIGS (Kominami a Muramatsu, 1987). Na lidském chromozomu 22 se nachází mnoho sekvencí podobných rIGS, včetně odvozenin od 28S, které jsou vzdálené od genu 45S, ale nachází se na témže chromozomu (Gonzalez a Sylvester, 1997).

1.7 Metody detekce rDNA. Díky své repetitivní struktuře je genomová organizace rDNA relativně snadno identifikovatelná pomocí štěpení restrikčními enzymy. Restrikční fragment lze identifikovat například molekulární hybridizací (Southern blot). Dokonce i malé množství 15

meziproduktů replikace a rekombinace je detekovatelné pomocí vazby specifické sondy na rDNA (Kobayashi, 2014). Počet, pozice lokusů 5S a 45S a jejich vzájemná poloha mohou být zjištěny pomocí hybridizace in situ s jednou, nebo s několika fluorescenčními barvami (multicolor fluorescent in situ hybridization), nebo s dříve používaným radioaktivním značením, označujícím 5S, 18S nebo 28S rDNA (viz Obrázek 2.). Značená sonda se přichytí na komplementární sekvenci a následně je zobrazena s použitím fluorescenčního mikroskopu. Při radioaktivním značení bylo ke značení sond nejčastěji používáno tritium (3H). Při fluorescenčním značení je na sondu navázána molekula reportéru a na ni se váže fluorescenční molekula (Phillips a Reed, 1996), nebo se uplatňuje přímé značení DNA fluorochromem, který je součástí nukleotidu, a který se začleňuje do DNA v průběhu polymerizační reakce.

Obrázek 2. Příklad in situ hybridizace na Esox lucius (Symonová a kol., 2017). Zeleně je značena 18S rDNA a červeně 5S rDNA. Šipkou je označen chromozom nesoucí oba lokusy rDNA.

Organizátory jadérka, které byly aktivní v předchozí interfázi, jsou detekovatelné po barvení stříbrem (silver nitrate staining, Ag- NOR). U nižších obratlovců (plazů, obojživelníků a ryb) je možné použít k barvení všech organizátorů jadérka, bez ohledu na aktivitu, GC specifické fluorochromy (chromomycin A3 a mithramycin) (Schmid, 1980; Schmid a Guttenbach, 1988). Lokus 5S je možno lokalizovat, na rozdíl od 45S (Ag-NOR), pouze pomocí hybridizace in situ. Proto bylo zřejmě publikováno více informací o lokalizaci 45S než o 5S rDNA (Peres a kol., 2008). Sekvence ribozomálních genů jsou velmi konzervované, je tedy možné použít pro jejich lokalizaci pomocí hybridizace in situ sondu z jiného druhu, což se využívá například u ryb (Fujiwara a kol., 1998; Martins a Galetti Jr., 2000). Při analýze chromozomů varana komodského (Varanus komodoensis) byla sonda dokonce připravena z 18S a 28S rDNA octomilky Drosophila melanogaster (Pokorná a kol., 2016).

1.8 Eukaryotický chromozom Na kondenzovaném chromozomu se nachází centromera a telomery. Centromera neboli primární konstrikce, je zúžená oblast chromatid, která je spojuje a má specifickou strukturu. Primární úloha centromery je v buněčném dělení, kde hraje důležitou roli v

migraci a anafázním rozestupu chromozomů. Oblast telomer se nachází na koncích chromatid a také se vyznačuje specifickou strukturou. Podle polohy centromery se chromozomy dělí na několik typů: metacentrický, submetacentrický, akrocentrický a telocentrický (viz obrázek 3.). Některý chromozom, například ten, který nese rDNA poblíž telomery, může mít i sekundární konstrikci, tedy další zúžení, které se většinou nachází poblíž telomery.

Obrázek 3. Základní stavba eukaryotického chromozomu. A. Metacentrický chromozom. B. Akrocentrický chromozom.

1.9 Lokalizace rDNA na chromozomech O eukaryotické rDNA je známo, že prochází koncertovanou evolucí, přesto chybí informace o změnách jejího umístění v genomu v důsledku evoluce (Proux-Wéra a kol., 2013). Různé pozice rDNA na chromozomech jsou zobrazeny na obrázku 4.

Obrázek 4. Pozice rDNA na chromozomech. A. Terminální, intersticiální a pericentromerická pozice na metacentrickém chromozomu. B. Terminální (na krátkém raménku), terminální (na dlouhém raménku), intersticiální, pericentromerická pozice a pozice na celém raménku akrocentrickho chromozomu.

Syntenie lokusů rDNA není konzervovaná, cytogenetické studie dokazují velkou variabilitu lokalizace rDNA u živočišných a rostlinných druhů (Shishido et al. 2000; Datson and Murray 2006; Cazaux et al. 2011). 45S rDNA bývá u eukaryot často lokalizována na konci chromozomu, což platí pro malé i velké genomy (Torres-Machorro a kol., 2010), a může tedy hrát roli v ochraně terminální části chromozomu (Nosek a kol., 2006; Silver a kol., 2010). U S. cerevisiae se však rDNA nachází uvnitř chromozomu. Tendence 35S (45S) k lokalizaci na konci chromozomu byla pozorována již pomocí AG- NOR. Terminální pozice může stimulovat homogenizaci lokusů, na rozdíl od např. pozice intersticiální nebo pericentromerické (Garcia a kol., 2016b). Pozice rDNA na krátkém raménku je u rostlin častá, a to především na akrocentrických chromozomech (Roa a Guerra, 2012).

1.10 Využití rDNA Geny kódující rRNA jsou přítomné i ve velmi jednoduchých formách života a jejich sekvence jsou velmi konzervované. Díky tomu se využívají ve fylogenetických studiích a k určení míry odlišnosti druhů. Například porovnání sekvencí 18S a 28S mihulí, sliznatek a čelistnatců ukázalo, že mihule a sliznatky tvoří monofyletickou skupinu oddělenou od čelistnatců (Stock a kol., 1992; Mallatt a kol., 1998), přičemž se dříve soudilo, že mihule jsou čelistnatcům bližší než sliznatkám. rDNA je také využívána v cytogenetických studiích. Například Cazaux a kol. (2011) [375] studovali pozici a počet 45S rDNA u různých druhů rodu Mus. V počtech lokusů se druhy výrazně lišily, poloha však byla vždy pericentromerická. Cioffi a kol. (2010) [116] studovali druh ryby Erythrinus erythrinus. Tento druh může mít různé karyotypy, s pohlavními chromozomy i bez nich. Tyto karyotypy se liší i počtem lokusů 18S rDNA. Jedinci z populace s pohlavními chromozomy mají lokusů více (19-22) a jedinci z populace bez pohlavních chromozomů mají 2 lokusy 18S rDNA.

1.11 Modely evoluce rDNA

1.11.1 Model birth-and-death Podle evolučního modelu birth-and-death nové varianty genů vznikají duplikací genů, přičemž některé geny zůstanou funkční a zůstávají v genomu, z ostatních se stávají pseudogeny. Tento model zdůrazňuje purifikační selekci, která způsobuje konzervovanost kódující sekvence (Nei and Rooney 2005). Barman a kol. (2016) studovali 146 sekvencí 5S rDNA z pěti druhů rodu Channa. Analýzou sekvencí zjistili několik variant repetic 5S rDNA (čtyři typy NTS, non transcribed spacer) a dva pseudogeny. Predikovali sekundární strukturu a předchozí (upstream) a následující (downstream) konzervované regulační elementy. Spolu s autory Pinhal a kol. (2011) zamítli model koncertované evoluce (nesymetrický crossingover a

genovou konverzi, kdy se každá jednotka vyvíjí v souladu s ostatními jednotkami) za dostatečný model k popisu evoluce 5S rDNA u ryb (Channa, Potamotrygon). Navrhli tedy evoluční model birth-and-death. Výsledkem přísné purifikační selekce je malá délková i sekvenční variabilita kódující oblasti genů 5S rDNA příbuzných i nepříbuzných druhů, oblast NTS je však velmi variabilní i mezi příbuznými druhy. Další studie podporující model birth-and-death provedli například Perina a kol. (2011) a Eirin-Lopez a kol. (2012). Mutace v kódující oblasti genu 5S rDNA, a tedy vznik dvou pseudogenů u Channa marulis jsou důkazem evoluce genů 5S rDNA pomocí birth-and-death modelu.

1.11.2 Model koncertované evoluce Podle modelu koncertované evoluce se všechny geny v genové rodině vyvíjí spíše současně, než aby se každá jednotka vyvíjela zvlášť. Mezi kódujícími a nekódujícími regiony 5S a 45S existuje velká homologie. Koncertovaná evoluce je proces, kterým jsou jednotky genové rodiny homogenizovány v ramci jednoho druhu a liší se od ostatních druhů (Garcia a kol., 2016). Nové mutace jsou tímto mechanismem buď rozšířeny do sousedních genů rDNA nebo zcela zaniknou (Eickbush a Eickbush, 2007). Variabilita v repetici způsobená mutacemi se rozšíří mezi členy genové rodiny pomocí genové konverze a nesymetrického crossing-overu (Nei and Rooney 2005). Proto jsou sekvence v rámci druhu homolognější než mezi druhy (Nei et al. 1997). Nesymetrický crossing over je u rDNA častý a slouží ke koncertované evoluci lokusu. Navíc k výměně rDNA mezi chromatidami dochází častěji, než k výměně v rámci jedné chromatidy. Proto je koncertovaná evoluce v rámci jednotlivých chromozomů v populaci intenzivnější než mezi jinými chromozomy v genomu (Eickbush a Eickbush, 2007). Rekombinace v rámci lokusu jsou náhodné, což potvrzuje výskyt nesymetrického crossing overu. Náhodným pohybem by rozšíření mutace v genomu trvalo více času, více generací, než pomocí nesymetrického crossing overu (Szostak a Wu 1980). Nakonec je sekvence jednotky z jednoho konce lokusu rDNA identická jako ostatní jednotky (Zamb and Petes 1982). Genová konverze pomáhá koncertované evoluci mezi sekvencemi na homologních i nehomologních chromozomech, způsobuje větší homogenitu všech jednotek rDNA v populaci. Dále je genová konverze zodpovědná za sekvenční uniformitu terminálních tandemových repetic. Genová konverze také pomáhá koncertované evoluci vícegenových rodin, které jsou rozesety po genomu (Eickbush a Eickbush, 2007). První detailní studie kompletní repetice rDNA přinesla neočekávaný výsledek (Brown a kol. 1972). Africká žába Xenopus syntetizuje extrachromozomální rDNA při vývoji oocytů. Tyto extrachromozomální rDNA byly po purifikaci studovány a zjistilo se, že mají stejnou strukturu jako chromozomální geny rDNA, a transkribované i netranskribované části měly uniformní sekvenci. Pouze oblasti mezerníku se lišily i v blízce příbuzných druzích. Pokud by sekvence mezerníků nebyla nijak regulovaná, 19

pouhý selektivní tlak by nemohl způsobit takovou uniformitu všech jednotek v rámci druhu (Eickbush a Eickbush, 2007).

1.11.2.1 Genová konverze a nesymetrický crossing over K obměně a homogenizaci rDNA koncertovanou evolucí dochází genovou konverzí a nesymetrickým crossing overem. Genová konverze je místní nereciproká interakce mezi regiony DNA, která není spojena se změnami v přilehlých regionech (Kupriyanova, 2000). Genovou konverzí vznikají dva produkty, z nichž je jeden identický s původní molekulou a druhý se odlišuje jak od původní molekuly, tak od druhého produktu genové konverze. Genová konverze také může sloužit k opravování genů (Kupriyanova, 2000). U rDNA ještěrky Heteronotia binoe (Hillis a kol., 1991), která se rozmnožuje partenogeneticky, a kvasinky S. cerevisiae (Gangloff a kol., 1996) převažuje genová konverze nad nesymetrickým crossing overem. Naopak větší role nesymetrického crossing overu byla prokázána u octomilky D. melanogaster, kde došlo k zmnožení počtu kopií rDNA (Endow a Komma, 1986). Tyto dva mechanismy spolu koexistují, každá repetice rDNA obsahuje části, lišící se mechanismem vzniku. Evoluce přepisované části je pomalá a spočívá hlavně v růstu délky, konzervování nejdůležitějších funkčních oblastí a odlišováním od ostatních (Kupriyanova, 2000). Ganley a Kobayashi (2011) introdukovali do určitého místa v rDNA mutaci, neutrální k stabilitě rDNA nebo její transkripci. Mutace se buď rozšířila, nebo zcela zanikla. Z toho vzplývá, že nesymetrická rekombinace mezi sesterskými chromatidami se netýká pouze kvantity rDNA, ale také kvality (Kobayashi, 2014). Nesymetrický crossingover způsobí, že z jednotek rDNA s mutací vzniknou dva typy jednotek, první obsahuje mutaci ve dvou jednotkách a druhý neobsahuje mutaci. Náhodný proces crossing overu by dále vytvářel chromozomy s vyšším či nižším množstvím jednotek s mutací. Chromozomy obsahující mutace v kódující sekvenci rDNA by byly selekcí (funkčnost v ribosomu) vyloučeny, zatímco rDNA s mutací v nekódující oblasti mohly setrvávat vzhledem k tomu, že tyto úseky nejsou pod silným selektivním tlakem. Proto mohou substituce v nekódující oblasti narůstat nebo klesat spolu s časem. Po mnoha crossing overech se substituce buď rozšíří, nebo vymizí ze všech jednotek. Tento model ukazuje, proč se geny mění v evoluci pomalu, ale nekódující oblasti se mění velmi rychle (Eickbush a Eickbush, 2007).

1.12 rDNA prokaryot U prokaryot tvoří všechny geny rDNA jeden operon, který je přepisován stejnou RNA polymerázou. Operon obsahuje geny kódující 5S, 16S a 23S rRNA. Nejdříve je syntetizován primární transkript (Kaczanowska a kol., 2007). Maturace transkriptu začíná ještě dříve než je transkript kompletní, dochází k tvorbě sekundární struktury a navázání 20

ribozomálních proteinů hned, jakmile je vazebné místo vytvořeno. Prekurzor rRNA také prochází řadou chemických modifikací (například konverzí uridinů na pseudouridiny a adicí metylové, amino karbonylové, nebo thio skupiny) a zpracováním mnoha RNázami (například RNázou III). Počet kopií operonů rRNA v bakteriálním genomu se pohybuje většinou od jedné do pěti (Hansen a kol., 1980). Příkladem různorodosti počtu operonů rRNA je patogenní bakterie Mycoplasma pneumoniae s jednou kopií operonu rRNA, střevní bakterie Escherichia coli se sedmi kopiemi a půdní bakterie Clostridium paradoxum s patnácti kopiemi operonu rRNA (Klappenbach a kol., 2000). Sedm kopií rDNA u E. coli je v kruhovém genomu rozptýleno, většinou se však nachází blízko počátku replikace (Kobayashi, 2014).

1.13 Struktura lokusů 45S a 5S rDNA u eukaryot V eukaryotických buňkách jsou geny 35S /45S a 5S většinou oddělené a přepisované různými polymerázami (Pol I a Pol III). Geny 18S, 5.8S a 26S (28S) rDNA jsou přepisovány RNA polymerázou I a geny 5S rDNA jsou přepisovány RNA polymerázou III (Garcia a kol., 2016). U některých eukaryot, která se dříve oddělila od vývojové linie a také některých vyšších rostlin, jsou však geny rDNA tandemově uspořádané ve stejné jednotce, příkladem mohou být kvasinky S. cerevisiae, rostliny rodu Artemisia, různé druhy hlístic (Vahidi a kol., 1991), hub (Bergeron a kol., 2008), korýšů (Drouin a kol., 1987), hlenek (Maizels, 1976) a mechů (Capesius, 1997; Sone a kol., 1999). Nezávislá transkripce pravděpodobně umožnila fyzické oddělení 35S a 5S, například na různé chromozomy, což je typické pro většinu eukarotických organismů (Garcia a kol., 2016).

1.14 rDNA kvasinek Kvasinky příbuzné druhu Saccharomyces cerevisiae mají čtyři geny pro rDNA 5S, 18S, 5.8S a 25S, které jsou uspořádány v lokusu. Organizace rDNA většiny eukaryot je stejná jako u hub, s tím rozdílem, že u ostatních eukaryot je gen 5S rDNA častěji oddělen od genu 35S rDNA. Během vývoje hub došlo mnohokrát ke změně orientace genů 5S vzhledem k orientaci genů 35S (Proux-Wéra a kol., 2013). S. cerevisiae obsahuje asi 150 kopií genů rDNA na haploidní sadu, které se nachází na chromozomu XII (Ide a kol., 2010). Při vývoji čeledi Saccharomycetaceae došlo několikrát k přesunu lokusu rDNA a to i přes jeho značnou velikost (>1Mb). Poux-Wéra a kol. (2013) identifikovali ancestrální netelomerický lokus rDNA, který je konzervován u mnoha druhů kvasinek včetně S. cerevisiae. U rodu Lachancea však došlo k přesunu lokusu rDNA do vnitřní části jiného chromozomu. U dalších čtyř linií kvasinek se lokus rDNA přesunul na konec chromozomu.

V původním lokusu rDNA zůstala pouze sekvence rIGS kratší než 2kb, ve které však nedošlo k téměř žádným strukturním změnám (Proux-Wéra a kol., 2013). Jednotky rDNA se mohou šířit po genomu S. cerevisiae intramolekulární rekombinací mezi různými jednotkami v lokusu, tvořícími 9,1kb dlouhou kruhovou molekulu nebo její multimer (Sinclair a Guarente, 1997; Poole a kol., 2012). Tyto extrachromozomální kruhové molekuly rDNA (ERC, extrachromosomal rDNA circle) jsou schopné replikace, protože každá jednotka rDNA obsahuje svůj vlastní počátek replikace. Prozatím není dokázáno zpětné včlenění kruhové rDNA na nové místo na chromozomu, u jiných extrachromozomálních kruhových molekul, například plazmidů, je však tato schopnost prokázána. Plazmidy se mohou začlenit do genomu v dvouřetězcovém zlomu (Ricchetti a kol., 1999; Frank a Wolfe, 2009; Borneman a kol., 2011; Galeote a kol., 2011).

1.15 Rostlinná rDNA U krytosemenných rostlin se lokus 35S rDNA skládá z jednotek dlouhých 9-20 kb, které se opakují mnoho tisíckrát a nachází se na jednom nebo více lokusech na chromozomech (Hemleben a kol., 2000). Jednotka 35S se skládá z oblasti genů pro 18S– 5.8S–26S RNA dlouhé asi 5 kb a mezigenového mezerníku (IGS), který je velmi variabilní (Obrázek 5). Jednotka 5S rDNA je mnohem kratší, skládá se z genu dlouhého 120 bp a mezerníku dlouhého 100–1000 bp (Fulneček a kol, 2006).

Obrázek 5. Struktura rostlinné 35S rDNA.

Obecně mají nahosemenné rostliny vyšší počet kopií genů rDNA (Ingle a kol., 1975) což může souviset s obecně jejich velkým genomem a omezenou rekombinační schopností (Leitch and Leitch, Wang a kol., 2016). Lokusy 5S a 35S rDNA, kódující čtyři hlavní druhy rRNA, jsou ve většině rostlin oddělené. U některých druhů řas, mechorostů a kapradin se nachází ve stejném lokusu. Vazba těchto genů byla popsána například u rodu Artemisia (Magnoliophyta). Geny 5S a 35S rDNA byly v rodu Artemisia kolokalizovány na koncích několika submetacentrických chromozomů. Sekvenováním bylo zjištěno, že geny pro rRNA tvoří jeden operon, ve kterém jsou geny 5S rDNA vmezeřené ve velkých mezigenových mezernících (IGS) mezi geny 35S rDNA (Garcia a kol., 2009). Mnoho rodů z čeledi Asteraceae však naopak mělo oddělené geny 5S a 35S, například Tragopogon a Centaurea (Pires a kol., 2004; Dydak a kol., 2009, Garcia a kol., 2010).

Z nahosemenných rostlin byla nejvíce prostudována čeleď Pinaceae. Geny rDNA u čeledi Pinaceae mají různou pozici, nejčastěji se nachází na různých chromozomech. V rodu Podocarpus (čeleď Podocarpaceae, ale stále v řádu Pinales) byla zjištěna kolokalizace genů pro 5S a 35S rRNA ve stejném lokusu (Muray a kol., 2002, Garcia a kol., 2013) v subtelomerických oblastech. Stejná situace byla zaznamenána i u některých druhů čeledi Cupressaceae, Cryptomeria japonica a Ginkgo biloba (Hizume a kol., 1999; Galián a kol., 2012). Geny 5S G. biloba byly vmezeřené v mezerníku 26S-18S rDNA, při sekvenaci se však našly klony 35S rDNA bez 5S rDNA, což naznačuje značnou heterogenitu rDNA (Galián a kol., 2012). Druhy Cycas a Gnetum měly naopak oddělené geny rDNA, což bylo prokázáno analýzou sekvencí rDNA (Wicke a kol., 2011). Problematika mezidruhových hybridů, například nukleolární dominance, je také často studována. U mezidruhových hybridů pšenice a žita byly geny rDNA žita metylované a jejich exprese byla suprimovaná a aktivita NOR žita byla slabší (Houchins a kol., 1997).

1.16 Živočišná rDNA Živočišná rDNA se skládá ze dvou vícegenových rodin, 5S a 45S rDNA. 45S rDNA sestává z transkripčních jednotek, které kódují 18S, 5.8S a 28S rRNA a nepřepisovaných mezigenových mezerníků (IGS). 5S rDNA obsahuje vysoce konzervovanou kódující sekvenci, dlouhou asi 120 pb, která se střídá s variabilním nepřepisovaným mezerníkem (NTS) (Alves-Costa a kol., 2006) (Obrázek 6).

Obrázek 6. Struktura živočišné 45S rDNA.

Počet jednotek rDNA v lokusu je u živočišných druhů velmi různorodý. Počet kopií je relativně malý a stálý u například ptáků. Naopak u ryb a obojživelníků je počet kopií velmi variabilní, i úzce příbuzné druhy se často liší ploidií a počtem kopií rDNA v lokusu, což může, ale také nemusí mít souvislost s velikostí genomu (Kupriyanova, 2000). Počet kopií rDNA se může lišit mezidruhově i vnitrodruhově. Delece v sekvenci rDNA, která se nachází na chromozomu Y u rodu Drosophila, způsobuje změnu pozičního efektu (PEV, position effect variegation) heterochromatinu. Obecně mohou polymorfismy na chromozomu Y ovlivňovat heterochromatin i euchromatin. Paredes a kol. (2011) prokázali, že různý počet kopií rDNA na chromozomu Y rodu Drosophila může ovlivňovat transkriptom celého genomu. Uměle vnesené delece v genech rDNA způsobily změnu exprese stovek až tisíců euchromatinových genů v samčím i samičím genomu. Přestože modifikované geny nebyly ve fyzické vazbě a vyskytovaly se na různých 23

chromosomech zdá se, že více byly ovlivněny ty geny, jejichž proteinové produkty byly lokalizovány v mitochondriích a byly zapojeny do transportu elektronů. Tyto geny odpovídají genům, které jsou ovlivněny přirozeným polymorfismem chromozomu Y. Z toho vyplývá, že drobné změny v počtu kopií rDNA mohou přispívat k různým fenotypům (Paredes a kol., 2011). Mapování genů 45S rDNA na chromozomech bylo provedeno u mnoha druhů ryb, chromozomální markery odpověděly na mnoho fylogenetických otázek. Na 45S rDNA u ryb z čeledi Cichlidae bylo zaměřeno několik studií, které mapují geny pro 18S, 5.8S a 28S rRNA nepřímou detekcí NOR pomocí barvení stříbrem. Lokusy NOR byly identifikovány na chromozomovém páru 8, 10 a 15 druhu Oreochromis niloticus (Foresti a kol., 1993; Martins a kol., 2000). Martins a kol. (2000) zjistili, že 5S rDNA a 18S rDNA (sekvenčně značená stříbrem) se nachází na různých chromozomech. Různá poloha NOR a 5S rDNA byla dále zjištěna u druhu Anguilla anguilla (Martínez a kol., 1996), Salmo trutta (Móran a kol., 1996), Coregonus artedti, C. zenithicus (Sajdak a kol., 1998) a u rodu Leporinus (Martins and Galetti, 2001), oddělené lokusy NOR a 5S rDNA jsou u obratlovců nejčastější. Salmo salar a O. mykiss (Pendás a kol., 1994; Móran a kol., 1996), vykazují naopak lokusy 5S a 45S rDNA kolokalizované na jednom chromozomu. Sekvence 5S rDNA má v genomu Oreochromis niloticus dvě varianty. První varianta 5S rDNA má monomerní jednotku 1405 pb. Druhá varianta je dlouhá 475 pb Obě varianty jsou tandemově uspořádány, avšak nacházejí se na jiném páru chromozomů. Oba lokusy 5S rDNA jsou umístěny v intersticiální pozici na dlouhém raménku subteloakrocentrického páru chromozomů (Martins a kol., 2004). Výměna jednotek genů rDNA, které se nacházejí na nehomologních chromozomech, byla studována u druhu D. melanogaster. Přestože geny rDNA na chromozomu X a Y mají mnoho společného, mnoho znaků je specifických pro daný chromozom, z čehož vyplývá, že výměna rDNA mezi nehomologními chromozomy je omezená (Tartof, 1979).

1.17 Biologické databáze Biologické databáze slouží k ukládání, analýze a distribuci biologických dat. Vznikaly většinou ještě v době, kdy přenos informací do databáze a z databáze probíhal přes zasílání počítačových pásek poštou. Velký rozvoj zaznamenaly databáze s nástupem internetu a tedy zjednodušením přenosu dat a komunikace. Nejstarší biologickou databází je PDB (Protein Data Bank), která byla založena v roce 1965. V roce 1980 byla založena nejstarší databáze sekvencí nukleových kyselin EMBL data library (European Molecular Biology Laboratory), Americká databáze GenBank byla založena v roce 1982 (Atwood a kol., 2011).

Bateman (2007) popsal, co podle něj tvoří dobrou biologickou databázi: 1. Předpokládá se, že databáze bude udržována v chodu po mnoho let, proto je třeba dobře zvážit její název. Použití pouze běžně používaných slov může způsobit problémy při vyhledávání stránek databáze pomocí vyhledávače. Mezi vhodně zvolené názvy patří například RAID (RNA-associated interactions database), je totiž velmi nepravděpodobné, že by uživatelé neodlišili databázi od oblíbeného insekticidu a je také nepravděpodobné, že by se jiná databáze vyskytla společně s touto databází na vrcholu vyhledávání. Proto je doporučeno vyhledávání vyzkoušet před uvedením databáze na internet. Další dobře zvolené názvy jsou například COSMIC (Catalog Of Somatic Mutations In Cancer), DARNED (DAtabase of RNA EDiting), nebo FINDbase (Frequencies of INherited Disorders database). 2. Nová databáze musí obsahovat zkontrolovaná data a musí představovat vylepšení oproti stávajícím databázím na stejné téma. Pouhá integrace stávajících databází není doporučována. 3. V posledních letech vzniká mnoho databází na základě momentální módy, a týkají se například protein–proteinových interakcí, nekódující RNA, mikroRNA a jejich cílů, nebo dlouhých nekódujících RNA. Autoři NAR (Nucleic Acids Rerearch) nevidí v této velké konkurenci problém. 4. Pro jednotlivé malé vědecké skupiny je samozřejmě nemožné vytvořit velkou databázi na úrovni NCBI, EMBL-EBI, nebo Swiss Institute for Bioinformatics, některé z nejúspěšnějších databází, jako CAZy (Carbohydrate-Active enZymes database) a GPCRdb (G protein-coupled receptors), však byly založeny a jsou stále udržovány relativně malými týmy. Časopis Nucleic Acids Research pravidelně zveřejňuje ve speciálním vydání seznam biologických databází. Například číslo z roku 2016 obsahovalo seznam 62 nových databází, 95 novinek o stávajících databázích a 17 databází publikovaných v jiném časopisu (Rigden a kol., 2016). Databáze nukleových kyselin se zabývaly například různými druhy nekódujících RNA, jejich interakcemi a simulacemi molekulární dynamiky struktury nukleových kyselin. Dále přibylo mnoho proteinových databází. Časopis z roku 2017 obsahoval 54 nových databází a 98 novinek o stávajících databázích, z nichž 16 bylo publikováno jinde než v NAR (Galperin a kol., 2017). Časopis z roku 2018 (Rigden a Fernandez-Suarez, 2018) obsahoval údaje o 82 nových databázích, 84 novinek o stávajících databázích a 15 databází, publikovaných v jiných časopisech. Seznam databází Molecular biology Database Collection se nachází na webové stránce http://www.oxfordjournals.org/nar/database/c/. Momentálně seznam obsahuje 1737 databází (Rigden a Fernandez-Suarez, 2018).

1.17.1 Databáze nukleových kyselin Primární databáze jsou sdruženy do unifikované databáze International Nucleotide Sequence Database (INSD) a jsou to: GenBank (National Center for Biotechnology Information) DNA Data Bank of Japan (National Institute of Genetics) ENA (European Molecular Biology Laboratory - European Bioinformatics Institute) Tyto tři databáze slouží ke shromažďování nukleotidových sekvencí všech organismů (Tabulka 1). Všechny tři databáze přijímají nové sekvence, přidělí jim mezinárodně uznávané číslo (accession number) a denně si je navzájem vyměňují. Obsahují i sekvence nukleotidů, které jsou součástí patentů, které vydává Patentový úřad v Evropě, USA, Japonsku a Koreji. Spolupracují se Sequence Read Archive (SRA) databází, která shromažďuje surová high-throughput sekvenační data.

Tabulka 1. Základní databáze sekvencí DNA.

Logo, název a odkaz na databázi Stručný popis databáze

NCBI spravuje databázi sekvencí DNA GenBank. Kromě GenBank NCBI spravuje také další databáze pro lékařské a přírodovědné účely. Entrez je vyhledávací systém NCBI, který umožňuje zobrazení sekvencí, mapování, NCBI zobrazení taxonomie a strukturních dat. Odborné https://www.ncbi.nlm.nih.gov/ publikace jsou dostupné v databázi PubMed, která je rovněž přístupná přes Entrez. Nástroje NCBI jsou BLAST, Open Reading Frame Finder (ORF Finder), Elektronická PCR (Electronic PCR) a nástroje na vkládání sekvencí do databáze Sequin a BankIt.

Kromě vyhledávání sekvencí je na webových stránkách DDBJ možná i jejich analýza pomocí různých programů (např. Blast). Rozsáhlé analýzy genomů pro DDBJ DDBJ provádí počítačové centrum NIG Supercomputer https://www.ddbj.nig.ac.jp/inde (National Institute of Genetics Supercomputer System). x-e.html

EMBL-EBI shromažďuje experimentální data (surová data, přiřazené sekvence a anotace sekvencí) a poskytuje

programy na jejich biobinformatické zpracování. EMBL-EBI European Nucleotide Archive (ENA), spravovaná EMBL- https://www.ebi.ac.uk/ EBI, shromažďuje a poskytuje informace o sekvencích nukleových kyselin. Databáze v rámci EMBL-EBI jsou EBI Search, ENA, Ensembl (genomový vyhledávač, umožňující nalézt referenční anotaci dle referenčního genomu), ArrayExpress, BioStudies Database, Gramene, Enzyme Portal, IntAct, InterPro a Metagenomics.

1.17.2 Sekundární databáze Zdrojem informací sekundárních databází jsou primární databáze, zpracovávají vložená data a vyhodnocují je. Příklady sekundárních databází jsou RefSeq (databáze nukleotidových sekvencí DNA, RNA a jejich proteinových produktů), OMIM (Online Mendelian Inheritance in Man) je databáze lidských genů, genetických chorob a fenotypových znaků. Dále jsou to například SNP / Disease Databases, HapMap a 23andMe database.

1.17.3 Genomové databáze Genomové databáze obsahují sekvence genomů, anotují je, analyzují je a poskytují tyto informace veřejnosti. Genomové databáze mohou obsahovat sekvence mnoha druhů nebo se zabývají podrobně jen jedním druhem, například modelovým organismem. Příklady genomových databází jsou Gene Disease Database, Ensembl (automaticky anotovaná databáze genomu člověka, myši a dalších eukaryotických genomů), Ensembl Genomes (genomová data bakterií, prvoků, hub, rostlin a bezobratlých), TAIR (genom Arabidopsis thaliana), Flybase (genom modelového organismu Drosophila melanogaster), Saccharomyces Genome Database, Xenbase (genomy modelových organismů Xenopus tropicalis a Xenopus laevis), Wormbase (genom Caenorhabditis elegans), Zebrafish Information Network, Rat Genome Database, 1000 Genomes Project (projekt byl zahájen v roce 2008, obsahuje lidské genomy více než 1000 anonymních účastníků z různých etnických skupin, které byly analyzovány a zveřejněny). Ensembl je genomový vyhledávač, který se zabývá genomy obratlovců, srovnávací genomikou, evolucí, sekvenční variabilitou a regulací transkripce. Ensembl anotuje geny, vypočítá mnohočetné přiřazení, předpovídá funkci genu a podobně.

1.17.4 Databáze velikosti genomů a počtu chromozomů Databází s tímto zaměřením je mnoho, proto v tabulce 2. uvádím jen výčet několika zástupců.

Tabulka 2. Přehled vybraných databází velikosti genomů a počtu chromozomů.

Logo, název a odkaz na databázi Stručný popis databáze

Animal Genome Size Database poskytuje informace o velikosti genomu udávaná jako množství DNA v haploidní Animal genome size database buňce (hodnota C v pg). Hodnota C je známá u více než 6 220 druhů (více než 3 790 obratlovců a 2 430 http://www.genomesize.com bezobratlých). Databáze umožňuje velmi rychlé vyhledávání. Základní statistika databáze Animal genome size database, která je uvedena na webové stránce databáze, zahrnuje minimum a maximum velikosti genomu daného druhu (pg), průměr velikosti genomu se standardní chybou, celkový počet analyzovaných druhů, použité metody, typy buněk a standardy. Dále je ve statistice uveden nejmenší živočišný genom v databázi (0.02pg, Pratylenchus coffeae, hlístice, parazitující na rostlinnách), největší živočišný genom (132.83pg, Protopterus aethiopicus, rybovitý obratlovec, bahník východoafrický) a graf rozsahů velikosti genomu jednotlivých skupin živočichů.

Databáze zahrnuje počty chromozomů rostlin, které se vyskytují na území Polska. Většina dat pochází z prací polských botaniků z let 1950-1990, které byly shrnuty a publikovány autory Pogan E. a Wcisło H. (1991). Pro

každý taxon jsou uvedeny informace o počtu chromozomů Chromosome number database v somatické buňce a krátká informace o původu vzorku a http://chromosomes.binoz.uj.edu bibliografických datech. V současné době databáze .pl/chromosomes/ obsahuje 2 427 druhů, poddruhů a variet.

Databáze obsahuje počty chromozomů rostlinných druhů, tato databáze sjednocuje již existující zdroje informací. Chromosome counts database Uživatelé mohou přispívat k přesnosti a kompletnosti informací. http://ccdb.tau.ac.il/

1.17.5 Databáze, zabývající se rDNA a rRNA Databází rDNA a rRNA je velké množství. Některé se zabývají jejich sekvencemi a umožňují jejich přiřazení, srovnání a fylogenezi (5S rRNA Database, SILVA, RDP). Další databáze se zabývají počtem a polohou lokusů rDNA na chromozomu (Plant rDNA Database). Výčet několika vybraných databází se nachází v tabulce 3.

Tabulka 3. Přehled vybraných databází rDNA a rRNA.

Logo, název a odkaz na databázi Stručný popis databáze

Databáze rostlinné rDNA obsahuje informace o poloze a struktuře 5S a 35S (18S-5.8S-26S) rDNA. Na základě údajů z této databáze byly studovány vztahy počtu lokusů, jejich polohy, vazby nebo Plant rDNA database separace genů, počtu chromozomů, velikosti genomu http://www.plantrdnadatabase.com/ a ploidie. Bylo analyzováno 2148 druhů rostlin (Magnoliophyta, Gymnospermae, Bryophyta a Pteridophyta) ze 785 publikací. Další přidružené informace se týkají NOR, struktury telomer a případné sekvence genomu druhu.

Databáze 5S rDNA obsahuje 11 419 sekvencí rRNA ze 7 174 organismů (Eubacteria, Archaea, Eucaryota). Poskytuje informace o sekvencích 5S rRNA a genů, 5S rRNA Database které je kódují. Z této databáze jsou přístupné i další údaje, jako například sekundární struktura nebo http://combio.pl/rrna/ dosavadní znalosti o funkci a interakci 5S rDNA s proteiny. Sekvence jednotlivých organismů mohou být vyhledány jednotlivě, pomocí taxonomického vyhledávače, nebo mnohonásobným přiřazením sekvencí.

Databáze SILVA obsahuje kvalitní a anotované sekvence ribozomální RNA (16S/18S a 23S/28S) bakterií, archeí a eukaryot (Quast a kol., 2013). SILVA Databáze nabízí například programy SILVAngs a https://www.arb-silva.de/ SILVA Tree Viewer. SILVA je také členem projektu UniEuk, který se zabývá univerzálním taxonomickým zařazením v rámci eukaryot, primárně je však zaměřen na Protista.

RDP poskytuje přiřazené a anotované sekvence 16S rDNA bakterií, archeí a 28S hub, a také obsahuje

nástroje na jejich analýzu (Cole a kol., 2014). RDP (Ribosomal Database Project) Programy RDP jsou například FunGene (zobrazení https://rdp.cme.msu.edu/ funkce genů), Sequence Match, Tree Builder.

1.17.6 Další databáze Rfam je databáze rodin RNA a miRBase je databáze mikroRNA. Sekvence proteinů obsahují například databáze Protein Information Resource, Swiss-Prot, PROSITE (databáze proteinových rodin a domén), Swiss-Prot, Uni-Prot. Databáze fenotypů je například Rat Genome Database (genomická a fenotypová data o kryse Rattus norvegicus). Dále například Reactome (mapa lidských biologických drah, metabolické procesy a hormonální signalizace), EzTaxon-e (databáze umožňující identifikaci prokaryot pomocí sekvence genu pro 16S rRNA).

FishBase Databáze FishBase je dostupná na http://www.fishbase.org/ a obsahuje rozsáhlé informace o rybách a parybách. V současnosti databáze zahrnuje více než 33 000 druhů ryb a paryb. Informace, které poskytuje o jednotlivých druzích, jsou: taxonomické zařazení, biologie (včetně genetiky), ekologie, historie druhu a jeho využití. Informace z genetiky zahrnují haploidní a diploidní počet chromozomů, genetické markery a reference (Froese a Pauly, 2017).

1.17.7 Meta Databáze Meta databáze jsou databáze databází. Slučují informace z různých zdrojů a zpřístupňují je v pohodlnější ucelenější formě pro velké množství druhů, nebo jsou zaměřeny na určitý druh nebo nemoc. Například ConsensusPathDB je databáze, která shromažďuje informace o molekulárních funkčních interakcích z 12 dalších databází, dalším příkladem je Entrez (NCBI).

2 Cíle disertační práce 1. Zpracovat literární rešerši o evoluci rDNA lokusů. 2. Vyhledat publikace věnující se lokalizaci ribozomální DNA na chromozomech živočichů pomocí FISH. Z vyhledaných publikací vytvořit v Excelu databázovou tabulku počtu a polohy rDNA. 3. Vytvořit (se spoluautory) webovou stránku pro databázi živočišné rDNA. 4. Statisticky vyhodnotit výsledky databáze.

3 Materiál a metody

3.1 Vyhledávání informací Vědecké publikace, které se týkají počtu a lokalizace rDNA na chromozomech, jsem vyhledala pomocí databází ISI Web of Knowledge, PubMed a Google Scholar. Hesla pro vyhledávání byla složena z různých kombinací klíčových slov: „5S“, „45S“, „18S“, „5.8S“, „28S“, „ribosomal DNA“, „ribosomal RNA“, „rDNA“, „rRNA“, „in situ hybridisation“, „FISH“, „physical mapping“, „cytogenetics“. Dále jsem publikace vyhledávala pomocí nastavených automaticky zasílaných upozornění na nové publikace (Google Scholar Alert, ISI Web of Knowledge Alert), a dále v literárních zdrojích již nalezených publikací. Zvláště jsem vyhledala publikace o modelových organismech, protože většina z nich nebyla předešlým postupem nalezena. Vyhledávání modelových organismů jsem prováděla již uvedenými postupy, pouze s přidáním latinského názvu modelového organismu. Z publikací jsem shromáždila informace o počtu a pozici 5S rDNA, 45S rDNA (18S, 5.8S nebo 28S), vzájemné pozici 5S a 45S, počtu chromozomů a ploidii a uspořádala jsem je v tabulce programu Excel (Microsoft Office Excel© 2009). Do databáze jsem zařadila i publikace s údajem jen o počtu a lokalizaci 5S nebo 45S rDNA. Většina publikací je napsána v angličtině, publikace v ostatních jazycích obsahují alespoň abstrakt v angličtině. Počet lokusů je vyjádřen jako rozsah a průměr počtu pro jeden karyotyp. Pozice lokusů na chromozomech jsou definovány jako pericentromerické (pericentromerické a cetromerické), intersticiální, terminální (telomerické a subtelomerické), celé raménko chromozomu a pozice na mikrochromozomech (viz obrázek 4 v literárním úvodu). Pozice lokusů rDNA jsou do databáze vloženy téměř výhradně na základě úsudku autorů publikací (z textu publikací). V některých publikacích autoři explicitně pozici rDNA na chromozomech nezmiňovali, ačkoliv byla tato dokumentována obrázky FISH. V těchto ojedinělých případech jsme pozici rDNA interpretovali sami. Některé publikace obsahují jen údaje o počtech nikoliv však o poloze lokusů. Navíc se tento údaj nedá určit ani z dokumentace (obrázky in situ hybridizací). Proto databáze obsahuje více údajů o počtech než o pozicích lokusů rDNA na chromozomech. Dále jsem do databáze zařadila informace o vzájemné pozici 5S a 45S rDNA. Tyto základní informace jsou doplněny o taxonomické zařazení druhů (Biolib, https://www.biolib.cz/; FishBase, http://www.fishbase.org/search.php; Wikispecies, https://species.wikimedia.org/wiki/Main_Page) a velikosti genomu 2C (pg) (Animal Genome Size Database, http://www.genomesize.com/index.php). Shromážděné informace jsou uspořádány do databázové tabulky. Jeden řádek databáze odpovídá jednomu karyotypu (druhu nebo poddruhu). Publikace o syntetických mezidruhových hybridech nejsou do databáze zařazeny. V posledním sloupci tabulky je uvedeno číslo referenční publikace nebo publikací. Později jsem shromáždila data o typu chromozomu, na kterém se rDNA nachází, tedy zda je lokalizována na autozomu, pohlavním chromozomu nebo B chromozomu. Také jsem získala informace o morfologii chromozomu, který nese rDNA.

3.2 Tvorba a statistická analýza databáze Primární databázová tabulka je vytvořena v programu MS Excel. Statistické výpočty a grafy byly provedeny v programech Excel, Statistica (2013) a RStudio, v.0.98.1078, (www.rstudio.com). Mann-Whitneyho test byl proveden pomocí programu Wilcoxon-Mann- Whitney Test Calculator (Marx a kol., 2016). Mann-Whitneyho test byl proveden pouze pro skupiny, které jsou v databázi dostatečně zastoupené, tedy obsahují alespoň 30 údajů o 5S a 30 údajů o 45S rDNA. Například skupina plazů nebyla do této analýzy zahrnuta, protože není k dispozici dostatek údajů o 5S rDNA (pouze 13 údajů ze 132 karyotypů), přestože údaje o 45S jsou k analýze dostatečné.

3.3 Konstrukce webové stránky Webovou stránku vytvořil Francesco Gálvez (Bioscripts, Sevilla, Španělsko). Počáteční tabulku z tabulkového editoru exportoval do formátu CVS (comma-separated values). Strukturu databáze, tedy informace o počtu a poloze lokusů rDNA a zdrojových publikacích, vytvořil v SQL (structured query language) tabulkách na serveru MySQL. Každá tabulka má svůj typ souboru a velikost. Každá verze dat dostala jedinečnou identifikaci a označení, které obsahuje datum vložení. Tabulka byla importována do SQL databáze (www.animalrdnadatabase.com). Webová stránka je vytvořena v HTML (HyperText Markup Language), Cascading Style Sheets, pro vizualizaci je využit Javascript a uživatelské funkce (vyhledávání, zobrazení dat) jsou vytvořeny v PHP (PHP: Hypertext Preprocessor).

4 Výsledky

4.1 Internetová podoba databáze živočišné rDNA Na základě vyhledaných odborných publikací byla vytvořena databáze ribozomální DNA u živočichů. Databázi jsem vytvořila v programu MsExcel (viz přiložené CD v příloze 1). Ve spolupráci se španělským pracovištěm byla data exportována to HTML formátu a pomocí skriptů (autor Francisco Gálvez) převedena do podoby internetové stránky (Obrázek 7). V současné době je veřejně přístupná na adrese: http://www.animalrdnadatabase.com/ (viz obrázek 8).

Obrázek 7. Ukázka HTML skriptu databáze.

Databáze umožňuje základní a rozšířené vyhledávání dle názvu čeledi, rodu nebo druhu. V základním módu se zobrazí rod, druh, rozsah a průměrný počet lokusů 5S rDNA, jejich poloha na chromozomu, rozsah a průměrný počet lokusů 45S rDNA a jejich poloha na chromozomu, diploidní počet chromozomů a odkazy na zdrojové publikace (Obrázek 9).

V rozšířeném módu je možné zvolit další parametry a získat informace například o rozsahu velikosti 2C v rámci daného karyotypu, ploidii, nebo zobrazení velikosti genomu (2C) (Obrázek 10).

Obrázek 8. Úvod do databáze živočišné rDNA

Další verze Databáze živočišné rDNA, která je plánována na rok 2019, by měla kromě nových cca 1 000 karyotypů (celkem více než 2 500 karyotypů) obsahovat údaje, zda se rDNA nachází na autozomech, pohlavních chromozomech nebo B chromozomech. V záložce „Publications“ je uveden seznam publikací, které byly použity jako zdroj informací. Záložka „Help“ obsahuje dokumentaci v anglickém jazyce a slouží k lepší orientaci v databázi. V záložce „Links“ je možné najít odkazy na nejvíce zastoupené časopisy, ze kterých je získána většina zdrojových článků a další užitečné odkazy, například odkazy na jiné databáze. Nové údaje mohou autoři publikací vkládat prostřednictvím formuláře v záložce „Submit your data“. Formulář je třeba odeslat na uvedený email kurátora databáze (AVČR). Nové údaje se pak objeví při další aktualizaci databáze. Tento formulář je již autory publikací využíván (prozatím byly zaslány 2 vyplněné formuláře a 4 publikace). Pomocí kontaktního formuláře v záložce „Contact and Comments“ je možné kontaktovat autory databáze.

Obrázek 9. Příklad vyhledávání v databázi

Obrázek 10. Příklad rozšířeného vyhledávání v databázi

4.2 Statistické vyhodnocení výsledků databáze

4.2.1 Druhové složení databáze Databáze živočišné rDNA je vytvořena na základě 669 vědeckých článků publikovaných od roku 1965 do konce roku 2017 (čísla v hranaté závorce značí čísla publikací, uvedených v databázi a jsou jednoduše dohledatelné z internetové stránky databáze). Databáze obsahuje 1769 živočišných karyotypů (1738 druhů), z nichž 1059 (60%) tvoří obratlovci a 710 (40%) bezobratlí. Z 316 zastoupených čeledí je 204 čeledí obratlovců a 36

112 bezobratlých. Největší skupinu databáze tvoří ryby (641 karyotypů, 36%). Druhou největší skupinu v databázi tvoří členovci, především pak hmyz (620 karyotypů, 35%). O něco méně jsou zastoupené tyto skupiny: savci (11%), plazi (8%), mlži (4%), obojživelníci (3%), ptáci, kroužkovci, ploštěnci, paryby, mihule, vrtejši, hlísti, pláštěnci a ostnokožci. Savce zastupují především netopýři, hlodavci, sudokopytníci a primáti. Překvapivě zde chybí kočkovité šelmy, včetně kočky domácí (Felis catus). Skupina plazů zahrnuje především ještěrky a želvy. Ptáků je v databázi překvapivě málo, pouhých 29 druhů (tj. 1,6% všech karyotypů).

4.2.2 Analýza počtu lokusů rDNA Počet lokusů je u živočichů velmi variabilní, od 1 do 74 lokusů 5S rDNA (Kentropyx pelviceps, Carvalho a kol., 2015 [461]) a od 1 do 54 lokusů 45S na diploidní genom (Schizodon fasciatus, de Barros a kol., 2017 [521]) (viz Tabulka 4). Jeden lokus rDNA v diploidním karyotypu souvisí nejčastěji s přítomnosti rDNA na pohlavním chromozomu.

Tabulka 4. Statistické údaje o počtech lokusů 5S a 45S rDNA obratlovců a bezobratlých. Počet Průměr/2C Medián/2C Rozsah karyotypů od do Obratlovci 5S 565 4,44 2 2 74 45 945 3,80 2 1 54 Bezobratlí 5SS 154 5,65 2 1 24 45 667 3,27 2 1 22 S

Nejvyšší počet lokusů je 74 5S a 54 45S na diploidní počet chromozomů. Nejvíce lokusů 5S rDNA bylo zaznamenáno u ještěrky druhu Kentropyx pelviceps (Carvalho a kol., 2016 [461). Dále následuje ještěrka Kentropyx calcarata (Carvalho a kol., 2016 [461]) a dále pak ryby (většinou sladkovodní) Clarias batrachus s 54 lokusy (Maneechot a kol., 2016 [437]), Ctenogobius smaragdus se 42 lokusy (Lima-Filho a kol., 2014 [307]), Gymnotus paraguensis s 38 lokusy (Coluccia a kol., 2010 [209]), Gymnotus inaequabilis s 34 lokusy (Scacchetti a kol., 2013 [49]), ještěrka Ameiva ameiva také s 34 lokusy (Carvalho a kol. 2011 [461]) a ryba Gymnotus carapo s 28 lokusy 5S rDNA (Scacchetti a kol., 2013 [49]). Nejvíce lokusů 45S bylo zaznamenáno u ryby Schizodon fasciatus (de Barros a kol., 2016 [521]). Dále to je ryba Pterophyllum leopoldi se 46 lokusy (Schneider a kol., 2013 [162]) a dále myši Mus pahari s 42 lokusy, M. caroli se 40 lokusy, M. fragilicauda s 38 lokusy a M. famulus s 36 lokusy (Cazaux a kol., 2011 [375]). Nejmenší počet lokusů mají karyotypy, u kterých se rDNA vyskytuje pouze na pohlavních chromozomech, tj. chromozom X nebo Z. Dle pohlaví pak tyto karyotypy mají jeden, dva, výjimečně více lokusů (jedná se o genotypy s amplifikovanými pohlavními 37

chromozomy u některých druhů hmyzu) na diploidní genom. Lokalizace rDNA pouze na chromozomu X se týká především některých karyotypů hmyzu (Arthropoda) a žab (Amphibia) - například u 5S rDNA brouka Eurysternus caribaeus (Cabral-de-Mello a kol., 2011 [143]) nebo 45S rDNA žáby Rana esculenta (Vitelli a kol., 1982 [388]). 45S rDNA hada (Reptilia) druhu Agkistrodon contortrix se nachází pouze na chromozomu Z (Porter a kol., 1994 [378]). Počet lokusů se může výrazně lišit i v rámci čeledi nebo dokonce i rodu. Například v čeledi Muridae (savci, Mammalia) se počet lokusů 45S rDNA pohybuje od 2 do 42 lokusů, především díky rodu Mus, který má v podstatě stejnou variabilitu. Variabilitu jsem zaznamenala i u čeledi ryb Cichlidae (ryby, Actinopterygii), počet lokusů 5S rDNA se zde pohybuje od 2 do 15 a počet lokusů 45S rDNA od 2 do 46. Naopak druhy z čeledi Boidae (plazi, Reptilia) mají jednotně po 2 lokusech 45S rDNA. Tyto příklady ilustrují značnou variabilitu v počtu lokusů rDNA v rámci čeledí. Čeledi, které mají v databázi alespoň pět zástupců, jsem testovala z hlediska variability v počtech lokusů. Z 54 čeledí, u kterých je známa informace o 5S rDNA, vykazuje 31 (57%) čeledí malou variabilitu (do 5 lokusů včetně), 17 (32%) čeledí střední variabilitu (od 6 do 20 lokusů včetně) a 6 (11%) čeledí velkou variabilitu (od 21 lokusů včetně). Největší variabilitu má čeleď Teiidae (plazi, Reptilia) s variabilitou 72 lokusů, naopak nulovou variabilitu vykazují čeledi Achiridae, Gerreidae, Lutjanidae, Mugilidae, Sciaenidae, Serranidae, Tetraodontidae (ryby, Actinopterygii), Cricetidae, Phyllostomidae (savci, Mammalia) a Ostreidae (měkkýši, Molluska). Dále jsem testovala variabilitu v počtu lokusů 45S rDNA. Z 83 čeledí má 54 (65%) malou variabilitu, 25 (30%) střední variabilitu a 4 (5%) čeledi vykazují velkou variabilitu. Nejvíce variabilní je čeleď Anostomidae (ryby, Actinopterygii) s variabilitou 52 lokusů. Čeledi Cicadellidae, Coreidae, Tingidae (členovci, Arthropoda), Artedidraconidae, Bagridae, Batrachoididae, Crenuchidae, Doradidae, Gerreidae, Muraenidae, Parodontidae, Pimelodidae, Pomacanthidae, Sciaenidae, Zoarcidae (ryby, Actinopterygii), Ostreidae (měkkýši, Mollusca), Boidae, Chamaeleonidae, Iguanidae a Teiidae (plazi, Reptilia) mají nulovou variabilitu. V rámci rodu Zabrus (členovci, Athropoda) se počet lokusů 45S rDNA pohybuje v rozmezí od 2 do 12, rod Chorthippus (členovci, Athropoda) vykazuje variabilitu jak v počtu lokusů 5S (2 až 24), tak i 45S rDNA (2 až 10). Naopak rod Potamorhina (ryby, Actinopterygii) je jednotný v počtu lokusů 5S i 45S rDNA (2). U některých karyotypů existuje dokonce vnitrodruhová variabilita počtu lokusů, většinou se jedná o různé populace pocházející z různých oblastí. Extrémním příkladem je druh Eyprepocnemis plorans (členovci, Arthropoda) s interpopulační variabilitou 2 až 20 lokusů (5S) a 4 až 20 lokusů (45S) rDNA (Cabral de Mello, 2011; Cabrero a kol., 2003a; Cabrero a kol., 2003b; Cabrero a Camacho, 2008; Bakkali a kol., 2001 [88, 202, 203, 206, 484]). Dalším příkladem je druh Erythrinus erythrinus (ryby, Actinopterygii), který může mít 2, 21 nebo 22 lokusů 5S rDNA. Je zajímavé, že počet lokusů 45S rDNA je v těchto karyotypech stabilní (12) (Cioffi a kol., 2010 [116]). Variabilita 45S rDNA druhu Bos banteng (savci, Mammalia) je také značná, 2 až 10 lokusů 45S rDNA.

Testovala jsem také možnou souvislost mezi počtem lokusů 5S a 45S (Obrázek 11). Korelace se však ukázala jako velmi slabá (Pearson, r=0.05). Karyotypy s extrémně vysokými počty lokusů 5S rDNA (>20/2C) většinou nemají vysoký počet lokusů 45S rDNA, což platí i naopak. Například druh Oecomys bicolor (savci, Mammalia) má 24 lokusů 45S, ale jen 2 lokusy 5S (Gomes a kol., 2016 [488]), nebo druh Kentropyx calcarata (plazi, Reptilia) má 68 lokusů 5S, ale jen 2 lokusy 45S (Carvalho a kol., 2015 [461]).

Obrázek 11. Graf závislosti počtu lokusů 5S a 45S u karyotypů. Analyzováno bylo 661 karyotypů.

Přestože se v databázi nachází karyotypy s extrémními počty lokusů, průměr v jednotlivých skupinách je relativně nízký, do 10 lokusů 5S nebo 45S rDNA na diploidní genom. Relativně velkou odchylku od průměrné hodnoty jsem zaznamenala u lokusů 5S rDNA plazů (viz Obrázek 12). Odchylku si vysvětluji relativně nízkým počtem hodnocených karyotypů a extrémními počty lokusů rDNA u zástupců rodu Kentropyx (Carvalho a kol., 2016 [461]). Medián má pro většinu skupin hodnotu 2 (tj. dva lokusy na diploidní sadu), odchylují se pouze méně zastoupené skupiny, které však mají díky nízkému počtu zástupců malou vypovídající hodnotu.

Obrázek 12. Rozsah a průměr počtu lokusů rDNA. Tečky znázorňují průměr a linky představují rozsah počtu lokusů rDNA.

4.2.3 Pozice rDNA na chromozomech Pozice rDNA není vždy konstantní v rámci čeledi, rodu, někdy ani samotného druhu nebo karyotypu. Například u zástupců čeledi Acrididae (členovci, Arthropoda) se 5S i 45S rDNA nachází v poloze intersticiální, pericentromerické i terminální. V čeledi Boidae (hroznýšovití, plazi, Reptilia) se 45S rDNA nachází pouze na mikrochromozomech. V čeledi Carabidae (členovci, Arthropoda) je 45S rDNA většinou terminální, ale u některých karyotypů se nachází intersticiálně. V čeledi Cichlidae (ryby, Actinopterygii) převládá 45S rDNA v terminální pozici, ale u některých karyotypů je pozice pericentromerická nebo intersticiální. 5S rDNA této čeledi vykazuje rovnoměrné rozložení všech tří pozic. Mikrochromozomy jsou běžné u ptáků, časté u plazů, ale vyskytují se i u některých druhů ryb a obojživelníků. Často obsahují velké množství genů. Někteří zástupci ptáků, plazů a obojživelníků mají geny rDNA lokalizovány mimo jiné i na mikrochromozomech (86% ptáků, 34% plazů a 5% obojživelníků). Tato lokalizace se týká například některých zástupců z čeledí Phasianidae (bažantovití, ptáci, Aves), Boidae (hroznýšovití, plazi, Reptilia) a Hynobiidae (pamlokovití, obojživelníci, Amphibia). Zvláštním případem je pozice rDNA na holocentrických chromozomech. Jsou to chromozomy s cytogeneticky nerozlišitelnou centromerou, které se často vyskytují například u druhů z řádu Hemiptera (členovci, Arthropoda). U tohoto typu chromozomů převládá terminální pozice (74%) a méně se vyskytuje intersticiální pozice. 40

4.2.3.1 Statistický test průkaznosti rozdílů v lokalizaci rDNA u různých skupin živočichů Wilkoxon-Mann-Whitneyho test je neparametrický test, který se používá pro porovnání souborů dat s různou velikostí a různým rozložením hodnot. Tento test jsem použila k analýze průkaznosti rozdílů v pozici rDNA u nejvíce zastoupených skupin v databázi. Nejvíce průkazné se ukázaly rozdíly pozic 45S mezi Orthoptera (kobylky, saranče a křísi), Coleoptera (brouci) a skupinou členovců a ostatními skupinami (průkazných bylo 83%, 56% a 56% srovnání). Pozice 5S je více variabilní, nejvíce průkazný rozdíl vykazují skupiny Coleoptera (78%) a ryby (45%) ve srovnání s ostatními skupinami (viz Tabulka 5).

Tabulka 5. Tabulka průkaznosti rozdílů mezi skupinami, určenými Wilkoxon-Mann- Whitneyho testem. Tučně jsou zvýrazněné průkazné hodnoty pravděpodobnosti (p=0.05). Červená barva značí pericentromerickou pozici, modrá barva intersticiální pozici a zelená barva značí terminální pozici.

45S Ryby Členovci Savci Měkkýši Obojživelníci Orthoptera Coleoptera Ryby - <0.001 0.008 0.745 0.077 <0.001 0.619 <0.001 0.621 0.909 0.149 <0.001 0.048 <0.001 0.071 0.985 0.005 <0.001 <0.001 Členovci 0.003 - 1.000 0.250 0.786 <0.001 0.015 0.869 <0.001 0.015 0.846 0.011 <0.001 <0.001 <0.001 0.001 1.000 <0.001 <0.001 Savci 0.050 <0.001 - 0.312 0.818 <0.001 0.032 0.626 0.830 1.000 0.106 <0.001 0.177 0.197 0.001 0.400 0.101 <0.001 <0.001 Měkkýši 0.009 <0.001 0.842 - 0.314 <0.001 0.526 5S 45S 0.003 0.018 0.121 0.214 <0.001 0.264 0.800 0.097 0.245 0.037 <0.001 0.002 Obojživelníci 0.968 0.400 0.195 0.088 - 0.075 0.071 0.987 0.912 0.742 0.069 0.143 0.012 1.000 0.126 0.540 0.976 <0.001 <0.001 Orthoptera 0.066 0.964 0.005 <0.001 0.466 - <0.001 0.100 0.237 0.578 0.400 0.320 <0.001 <0.001 0.259 <0.001 0.013 0.023 <0.001 Coleoptera <0.001 <0.001 <0.001 <0.001 <0.001 <0.001 - 0.005 0.006 0.007 <0.001 0.049 <0.001 0.001 0.112 <0.001 0.011 0.014 0.564 5S

4.2.4 Lokalizace a počet lokusů rDNA Dále jsem se zabývala otázkou, zda existuje preferenční pozice pro lokusy rDNA na chromozomech v závislosti na počtu lokusů. Zvolila jsem pro jednoduchost karyotypy s jedním lokusem rDNA na haploidní sadu. Rozdíly však byly nevýznamné (52% karyotypů s jedním lokusem 45S a 50% karyotypů s více lokusy vykazuje terminální pozici; lokus 5S rDNA nevykazoval téměř žádný rozdíl). Je tedy patrné, že pozice rDNA nezávisí na počtu lokusů rDNA (Obrázek 13).

Obrázek 13. A-B pozice lokusů 5S na chromozomech. C-D pozice lokusů 45S na chromozomech. A, C – karyotypy s jedním lokusem na haploidní sadu. B, D – karyotypy s více než jedním lokusem na haploidní sadu chromozomů.

4.2.5 Vzájemná pozice lokusů 5S a 45S rDNA Evolučně i funkčně vzdálené geny pro 5S a 45S rRNA se mohou vyskytovat v různých vzájemných pozicích. Z cytogenetického hlediska tedy rozeznáváme 4 varianty jejich vzájemného uspořádání : (i) Varianta „linked“, kde se jedná o fyzickou vazbu obou genů, (ii) „co-localized“, tedy kolokalizace na jednom místě na chromozomu, přičemž fyzická vazba není prokázána (kolokalizace je interpretována jako těsné sousedství nezávislých klastrů), (iii) „same chromosome“, tedy pozice na jednom chromozomu, přičemž se signály nepřekrývají a (iv) „separated“, tedy samostatné lokusy na různých chromozomech. Karyotypy se známou vzájemnou pozicí obou lokusů rDNA mají většinou oddělené lokusy 5S a 45S rDNA (79% karyotypů se známou pozicí). Méně častá je kolokalizace rDNA (11%) a nejméně častá je oddělená poloha na stejném chromozomu (10%). V rámci více zastoupených skupin (ryby, hmyz) jsou poměry podobné jako pro celou databázi (Obrázek 42

14). Méně zastoupené skupiny není možné hodnotit, nejsou statisticky vyhodnotitelné nebo statisticky významné. Vazba genů byla prokázána jen výjimečně u několika živočišných karyotypů, například u rodu Calanus (členovci, Arthropoda) pomocí molekulárních metod (Drouin a kol., 1993). Avšak cytogenetické údaje (FISH) chybí, a proto tyto druhy v databázi neuvádím.

Obrázek 14. Grafy uvádějící vzájemné pozice 5S a 45S rDNA. A. Celá databáze včetně podílu neznámé vzájemné pozice rDNA. B. Celá databáze bez neznámých hodnot. C. Ryby (Actinopterygii) bez neznámých hodnot. D. Členovci (Arthropoda) bez neznámých hodnot.

4.2.6 Vztah pozice rDNA a morfologie chromozomu Provedla jsem vyhodnocení vztahu pozice 45S rDNA a morfologie chromozomu, nesoucího 45S rDNA. Dle výsledků analýzy 226 karyotypů členovců v mé publikaci “Evolutionary trends in animal ribosomal DNA loci: introduction to a new online database“ je 45S rDNA lokalizována na akrocentrických nebo telocentrických chromozomech většinou v pericentromerické pozici. Po nashromáždění údajů pro 1261 karyotypů z celé databáze (nejen členovců) jsem provedla novou analýzu. Akrocentrické a telocentrické chromozomy nesou rDNA v pericentromerické, intersticiální i terminální pozici. Terminální pozice převažuje (45%), dále následuje pericentromerická pozice (39%) a poslední je intersticiální pozice. Metacentrické chromozomy nesou 45S rDNA většinou v terminální oblasti (61%), následuje intersticiální pozice (21%) a pericentromerická pozice. Pericentromerická pozice rDNA je na akrocentrických chromozomech častější než na metacentrických chromozomech, přesto i na akrocentrických chromozomech převažuje terminální pozice (45%). Rozdíl mezi pericentromerickou pozicí 45S rDNA na akrocentrických a metacentrických chromozomech byl statisticky prokázán i Mann-Whitneyho testem (Tabulka 6). Některé karyotypy mají rDNA na obou typech chromozomů (10%), většina karyotypů však vykazuje pozici rDNA pouze na chromozomech jednoho typu (viz Obrázek 15). 43

Obrázek 15. Graficky znázorněný vztah tvaru chromozomu (a/t (akrocentrický/ telocentrický chromozom), m/sm (metacentrický/ submetacentrický), m+a (smíšená skupina, akrocentrických, telocentrických, submetacentrických a metacentrických chromozomů)) a pozice 45S rDNA. A. Celá databáze. B. Coleoptera a Orthoptera (členovci, Arthropoda).

Tabulka 6. Tabulka průkaznosti rozdílů pozic 45S a 5S rDNA na chromozomech (v rámci celé databáze) pomocí Wilkoxon-Mann-Whitneyho testu: a/t (akrocentrický/ telocentrický chromozom), m/sm (metacentrický/ submetacentrický). Tučně jsou zvýrazněny průkazné hodnoty pravděpodobnosti (p<0.05). Červená, modrá a zelená barva řádků značí pericentromerickou, intersticiální a terminální pozici.

5S a/t m/sm 0.168 - 0.219 45S a/t 0.007 5S <0.001 0.029 - m/sm <0.001 45S

4.2.7 Vztah počtu lokusů a velikosti genomu Ve své publikaci “Evolutionary trends in animal ribosomal DNA loci: introduction to a new online database“ jsem studovala závislost počtu lokusů rDNA na počtu chromozomů. Žádná závislost se však nepotvrdila. Proto jsem provedla analýzu závislosti počtu lokusů rDNA na velikosti genomu (2C [pg]). Jak je patrné na obrázku 16, ani zde se žádná závislost nevyskytuje.

Obrázek 16. Graf závislosti počtu lokusů rDNA na velikosti genomu (2C). A. 5S (195 karyotypů). B. 45S (336 karyotypů).

4.2.8 Výskyt rDNA na autozomech, pohlavních a nepárových chromozomech Provedla jsem analýzu frekvence výskytu rDNA na autozomech, pohlavních chromozomech a B chromozomech. Většina lokusů 5S a 45S rDNA se podle očekávání nachází na autozomech (89%). Na chromozomu X se nachází 6% lokusů, což se týká skupin členovců (Arthropoda), savců (Mammalia), obojživelníků (Amphibia) a ryb (Actinopterygii). Na chromozomu Y se nachází pouze 2% lokusů, a to u druhů členovců (Arthropoda), savců (Mammalia) a ryb (Actinopterygii). Chromozomy W, Z a B nesou pouze po 1% lokusů, především se to týká druhů ryb (Actinopterygii), plazů (Reptilia) a obojživelníků (Amphibia). U některých skupin živočichů, jako jsou například ryby, se pohlavní chromozomy vyskytují méně často (6%) (Oliveira a kol., 2009). I proto má pouze 46 karyotypů ryb rDNA na pohlavních chromozomech zatímco v 645 karyotypech je rDNA na autozomech. Obdobný poměr vykazují savci (188 karyotypů má rDNA na autozomech a 18 karyotypů má rDNA na pohlavních chromozomech). Na rozdíl od ryb však mají savci pohlavní chromozomy vždy.

4.2.9 Variabilita v rámci skupin živočichů Pozorovaná variabilita skupin živočichů v databázi může souviset s celkovou diverzitou skupin, tj. druhovým zastoupením. Členovci, kteří tvoří největší kmen živočichů, mají více než 5 milionů zástupců. Také v databázi vykazují odpovídající variabilitu v počtech lokusů rDNA, která je v rámci bezobratlých největší. Druhou nejvíce variabilní skupinou bezobratlých jsou mlži, kteří vykazují diverzitu kolem 85 000 druhů. Nejvíce variabilní z obratlovců, jedná-li se o 5S a 45S, jsou ryby. Je to nejvíce zastoupená skupina nejen v databázi, ale také ze všech obratlovců a celosvětově čítající více než 33 000 druhů. Další variabilní skupinou jsou plazi, kterých je na světě více než 8 700 druhů a obojživelníci, přibližně se 6 500 druhy. Zastoupení obojživelníků (58 karyotypů) a plazů (132 karyotypů) však v databázi není velké, což limituje statistickou analýzu. Zajímavé je, že variabilita 45S rDNA u paryb je také značná, i přes extrémně malé zastoupení v databázi (5 karyotypů) a relativně nízkou diverzitu (cca 850 druhů). Ptáci tvoří velmi malou skupinu (29 karyotypů), přestože jejich celosvětová diverzita je značná (přibližně 10 400 druhů) a tvoří druhou nejpočetnější skupinu obratlovců.

4.2.10 Statistika použitých publikací Počet publikací o lokalizaci a počtu lokusů rDNA každý rok narůstá, jak je vidět v grafu na obrázku 17. Velký nárůst zaznamenaly především publikace o rybách, které jsou v grafu zvýrazněny. Další zvýrazněnou skupinou jsou členovci. Počet odborných publikací o členovcích však rok od roku kolísá, není zde patrný nárůst jako u ryb. Nejčastější zdroje použitých publikací zobrazuje Tabulka 7. Přes šedesát dalších publikací však pochází každá z jiného časopisu. Zdrojových časopisů je celkem 131.

Obrázek 17. Graf počtů publikací v jednotlivých letech.

Tabulka 7. Tabulka patnácti nejčastějších zdrojů použitých publikací. Počet Časopis publikací Genetica 73 Comparative Cytogenetics 56 Cytogenetic and Genome Research 38 Chromosome Research 30 Genetics and Molecular Biology 29 PLoS ONE 27 Chromosoma 21 Zebrafish 21 Neotropical Ichthyology 16 Heredity 14 Genetics and Molecular Research 12 Genome 12 Hereditas 12 Cytogenetics and Cell Genetics 11 Molecular Cytogenetics 11

5 Diskuse rDNA je i v dnešní době jedním z nejdůležitějších chromozomových markerů. Databáze ribozomální DNA živočichů byla vytvořena s přihlédnutím k velkému nárůstu literárních údajů o počtech a pozicích rDNA (viz obrázek 16 ve výsledcích) v karyotypech. Hlavním cílem databáze je zpřístupnění informací a statistické vyhodnocení pozic a počtů lokusů rDNA v relativně velkém souboru dat. Jedním z dalších cílů databáze bylo také porovnání počtů a pozic lokusů rDNA na chromozomech mezi fylogeneticky vzdálenými skupinami nejen v rámci říše živočichů, ale i u rostlin. Kromě povšechného biologického významu mohou být zpřístupněné informace v databázi prospěšné i v dalších aspektech. Například když časopisy, které informace publikovaly, byly přejmenovány, nebo již dnes ani neexistují. Dále pak přístup k článkům bývá často zpoplatněný, což může limitovat vědce z chudších zemí. Jedním z cílů databáze proto bylo zpřístupnit informace o rDNA pro globální vědeckou komunitu.

5.1 Počet lokusů rDNA Průměrný počet lokusů 45S rDNA v diploidní chromozomové sadě se pohybuje u většiny skupin živočichů v databázi od 2 do 10, ale medián má většinou hodnotu 2. Tento výsledek se shoduje s analýzou počtu lokusů rostlinné 45S (35S) rDNA. Roa a Guerra (2012) analyzovali databázi 45S rDNA u rostlin. Počet lokusů 45S rDNA u rostlin je velmi variabilní. Jeho hodnota se pohybuje od 2/2C po 45 lokusů/2C u druhu Kyllinga brevifolia (Sousa a kol., 2011). U živočichů se počet lokusů 45S pohybuje od 1/2C do 54/2C (Schizodon fasciatus, de Barros a kol., 2016 [521]). Většina diploidních rostlinných karyotypů má pouze dva nebo čtyři lokusy 45S rDNA, karyotypů s vyšším počtem lokusů je málo (Roa a Guerra, 2012). Toto rozložení zhruba odpovídá i živočišné databázi, ve které se také nachází velké množství karyotypů se dvěma lokusy, ale i několik karyotypů s extrémním počtem lokusů a hodnota módu je pro většinu skupin 2. Roa a Guerra (2012) dále zjistili, že průměrný počet lokusů 45S rDNA nahosemenných rostlin je 10,4, což představuje více než dvojnásobek počtu lokusů krytosemenných rostlin. Hodnota mediánu je 10 pro nahosemenné a 4 pro krytosemenné, hodnota módu je však pro obě skupiny 2 (Roa a Guerra, 2012). Obratlovci vykazují průměr 3,80 lokusů 45S rDNA, podobně jsou na tom bezobratlí s průměrem 3,27. Hodnota mediánu a módu je však pro obě skupiny stejná (2). Některé druhy živočichů jednoho rodu, které mají podobný tvar, počet a velikost chromozomů a mohou mít velmi rozdílné pozice a počet lokusů rDNA. Pozice lokusů je diskutována v následující kapitole. Například počet 45S rDNA na akrocentrických chromozomech rodu Mus se pohybuje od 2 do 40 lokusů na diploidní genom (Cazaux a kol., 2011 [375]). Podobně je tomu u rostlin. Pedrosa-Harand a kol. (2006) analyzovali 37 jedinců Phaseolus vulgaris, které vykazovaly šest až osm lokusů 45S na diploidní genom. 17 jedinců P. lunatus mělo naproti tomu stabilní počet 2 lokusů na diploidní genom

(Almeida a kol., 2011). Oba druhy rodu Phaseolus měly podobnou velikost a tvar chromozomů, geografický původ a historii pěstování, což značí zapojení dalších faktorů, například mobilních elementů (Schubert a kol., 1985; Raskina 2008). Ve studii, kterou provedl Rosato a kol. (2016), byly analyzovány druhy rostlin s velkou variabilitou od n=6 v rodu Philonotis až n=42 v rodu Sphagnum. Počet NOR však neodpovídal počtu chromozomů a lokusů rDNA. U všech druhů se nacházely pouze 1 nebo 2 aktivní lokusy NOR. U živočichů, stejně jako u rostlin, také nemusí být všechny lokusy aktivní. Například druh Stauroderus scalaris (členovci, Arthropoda) má 17 až 18 lokusů rDNA na diploidní sadu chromozomů, přičemž pouze 2 z nich jsou aktivní. Některé živočišné druhy vykazují korelaci počtu rDNA s velikostí genomu, ale existuje i mnoho výjimek. Více „výjimek“ se vyskytuje u 5S rDNA. Typickým příkladem jsou druhy Kentropyx calcarata, K. pelviceps, Clarias batrachus, Camponotus renggeri a C. rufipes (Carvalho a kol., 2016; Maneechot a kol., 2016; de Aguiar a kol., 2017 [461, 437, 579]), které mají amplifikované lokusy 5S rDNA v relativně malých genomech. Lepší korelace mezi počty lokusů a velikostí genomu vidíme u 45S rDNA. Výjimky nejsou tak časté a poměr 45S/2C u nich není tak vysoký. Příkladem takové „výjimky“ může být Ciona intestinalis (Shoguchi a kol., 2005 [400]). Počet lokusů 5S a 35S rDNA je u rostlin pozitivně korelován s velikostí genomu (Garcia a kol., 2016). Vztah velikosti genomu a počtu lokusů u rostlin ukazuje na hromadění repetic, včetně rDNA, u velkých genomů (Garcia a kol., 2016). U živočichů není patrná žádná korelace počtu lokusů rDNA a počtu chromozomů. Existuje mnoho případů, kdy relativně malý genom má amplifikované lokusy rDNA. Například u štiky (Esox lucius), která má relativně malý genom (1 pg/1C), nacházíme pozoruhodných 18 lokusů rDNA (Symonová a kol 2017). Obecně karyotypy, které mají více lokusů rDNA žádnou korelaci mezi velikostí genomu a lokusy rDNA nevykazují. V již zmiňovaném rodu Mus se vyskytuje mnoho druhů s 2n=40, ale počet lokusů 45S rDNA se liší od 2 do 40 na 2C. Toto extrémní zvětšení počtu lokusů muselo vzniknout jiným mechanismem než polyploidií. Je zajímavé, že všechny amplifikované rDNA se u myší vyskytují v pericentromerických oblastech akrocentrických chromozomů, což může naznačovat transpozici zprostředkovanou Robertsonovskou translokací. Pravděpodobně existují i další mechanismy vedoucí k násobení lokusů v genomu (viz Symonová a kol., 2017). Počet lokusů rDNA má tendenci narůstat se stupněm ploidie (2x, 4x, 6x…) (Garcia a kol., 2016). Každý subgenom totiž obsahuje přinejmenším jeden lokus rDNA. Velký počet lokusů rDNA u některých živočichů je také pravděpodobně důsledkem polyploidizace. Proto některé druhy s vysokým počtem chromozomů vykazují také velký počet lokusů (ryba Clarias batrachus měla 2n=104 chromozomů a 54 lokusů 5S rDNA, Maneechot a kol., 2016 [437]). V databázi se však nachází i druhy s vysokým počtem chromozomů a velmi malým počtem lokusů, například ryby Acipenser baerii (2n = 244 - 254) a A. transmontanus (2n = 256 - 268) mají pouhé 4 lokusy 5S rDNA (Fontana a kol., 2003 [287]). Je pravděpodobné, že u nich došlo během evoluce k polyploidizaci a následné

redukci počtu lokusů. U rostlin může také dojít k redukci počtu lokusů rDNA na monoploidní genom. K tomuto jevu dochází při polyploidii jednoděložných i dvouděložných rostlin. Redukce lokusů rDNA na monoploidní genom je značně rozšířená, existují však opět výjimky s různým počtem lokusů a velikostmi genomů. Tento jev byl publikován u různých rostlinných rodů, např. Artemisia (Garcia et al., 2009) a Nicotiana (Leitch et al., 2008; Renny-Byfield et al., 2012). Amplifikace rDNA u eukaryotických druhů je pravděpodobně mechanismem pro udržení velké zásoby homogenní rRNA pro případ, kdy by došlo k větším požadavkům na translaci rRNA (Zufall a kol., 2005). Například rDNA druhu Euglena gracilis (krásnoočko štíhlé, Euglenozoa) má schopnost vytvořit extrachromozomální rDNA a tím zvýšit množství rRNA během exponenciální fáze růstu buněk (Ravel-Chapuis a kol., 1985). rDNA u nálevníků je obecně velmi proměnlivá (Zufall a kol., 2005). Extrémním případem je prvok Entamoeba histolytica, jehož rDNA je pouze extrachromozomální a její množství se mění v závislosti na životním cyklu (Bagchi a kol., 1999). Dále byla zaznamenána amplifikace rDNA například u vyvíjejících se embryí žab (Mais a kol., 2002). Jedinci stejného druhu, ať už žab, octomilek, nebo jiných živočichů, mohou mít různý počet genů rDNA. Většinou však mají více genů rRNA, než je minimální počet, nutný k přežití (Eickbush a Eickbush, 2007). Důvodem rozšíření lokusů rDNA po genomu může být například přítomnost retrotranspozonu v genu rDNA (Symonová a kol., 2013). Neaktivní jednotky rDNA mohou poskytovat vzor pro opravné procesy, tyto jednotky jsou spojeny působením kondenzinu, proteinového komplexu, který kondenzuje rDNA a spojuje sesterské chromatidy při opravné homologní rekombinaci (Kobayashi, 2014). Přítomnost většího množství lokusů 45S rDNA však ještě nemusí znamenat více funkčních kopií těchto genů. Hybridizační sonda zpravidla není schopna odlišit funkční a nefunkční (zmutované) kopie těchto genů (Komarova a kol., 2004; Vicari a kol., 2008). Karyotypy s jedním párem lokusů potřebují mít alespoň jeden lokus aktivní. Například v případě kdy chromozom X nese jediný lokus v karyotypu, je u samců karyotypu XY (nebo také X0) jen jeden lokus a ten musí být aktivní (druhý lokus se nachází pouze u samic XX). Naproti tomu karyotypy s více lokusy mohou obsahovat i nefunkční lokusy. Například druh Stauroderus scalaris (členovci, Arthropoda) má 17 až 18 lokusů 45S rDNA, ale jen 2 lokusy jsou aktivní, nebo druh Omocestus burri (členovci, Arthropoda) s 13 až 14 lokusy 45S rDNA, z nichž 10 je aktivních (Cabrero a Camacho, 2008). Neaktivní lokusy mohou být inaktivované geneticky (například obsahují zmutované kopie), nebo epigeneticky prostřednictvím modifikace DNA a chromatinu. Například štika (Esox lucius) obsahuje desítky tisíc genů 5S rRNA v osmnácti lokusech. Genomickou analýzou bylo prokázáno, že se jedná většinou o funkční kopie, které jsou však epigeneticky inaktivované metylací DNA (Symonová a kol., 2017). Zajímavá je studie u další ryby, Danio rerio (zebřička) zjistila, že v oocytu je aktivní pouze lokus obsahující 12 kopií, zatímco jiné lokusy obsahující více genů jsou epigeneticky umlčené a aktivují se až během dalšího vývoje (Locati a kol., 2016).

Člověk má lokusy 45S rDNA rozmístěny v subtelomerických oblastech na pěti chromozomech (13, 14, 15, 21 a 22). Aktivní jsou však pouze některé z těchto lokusů, aby byla zajištěna stabilní produkce rRNA. Určitá variabilita produkce je způsobena různou rychlostí růstu buněk a metabolickým stavem. Produkce rRNA a inaktivace lokusů rDNA jsou tedy přísně řízené epigenetické procesy na rozdíl od počtu neaktivních lokusů rDNA, který zdaleka není tak regulován (Paredes a kol., 2011). Octomilka (Drosophila melanogaster) má dva redundantní lokusy rDNA na chromozomech X a Y, geny rDNA na chromozomu Y zřejmě nemají vliv na funkci rDNA. Samci X0 jsou sice neplodní, ale díky plně funkční rDNA na chromozomu X nejsou nijak morfologicky odlišní (Paredes a kol., 2011).

5.2 Pozice lokusů rDNA na chromozomu Výsledky statistiky živočišné databáze naznačují, že terminální pozice 45S rDNA je v karyotypech nejčastější a nezáleží na tom, jestli je lokus jeden nebo jich je více. U krytosemenných rostlin jsou lokusy 45S rDNA na chromozomech také převážně v terminální pozici, ať už je přítomen pouze jeden pár lokusů nebo více párů (Roa a Guerra, 2012). Martins a Galetti (2001) zjistili, že u ryb z řádů Acipenseriformes, Anguilliformes, Cypriniformes, Characiformes, Salmoniformes, Perciformes a Tetraodontiformes převažuje intersticiální pozice genů 5S rDNA (Martins a Galetti, 2001). Podle výsledků živočišné databáze v těchto řádech u 5S rDNA lehce převažuje terminální pozice (38%), ale v podstatě jsou poměry všech tří typů pozic vyrovnané. Živočichové v rámci jednoho rodu většinou vykazují konzervativní pozici rDNA na chromozomu, ale i zde jsou časté výjimky, kdy mají zástupci jednoho rodu rozdílnou pozici rDNA. Například rod Dichotomius (členovci, Arthropoda), který je v databázi zastoupen 12 druhy, vykazuje intersticiální, pericentromerickou i terminální pozice 45S rDNA (Cabral de Mello a kol., 2010; Cabral de Mello a kol., 2011b; da Silva a kol., 2009; Amorim a kol., 2016 [113,193, 321, 660]). Dalším příkladem různorodosti lokalizace rDNA je rod Paranocaracris (členovci, Arthropoda), jehož 9 zástupců také vykazuje všechny tři zmíněné pozice 45S rDNA (Bugrov a kol., 2016; Jetybayev a kol., 2017 [454, 559]). V mnoha případech platí, že variabilita v pozicích souvisí s druhovou rozmanitostí (diverzitou). Čím více zástupců se v rámci rodu vyskytuje, tím více různých pozic rDNA na chromozomech nalézáme. rDNA je tedy velmi dynamický systém a může souviset, podobně jako velikost genomu, s genetickými událostmi vedoucími k druhové rozmanitosti. U některých živočišných druhů je obtížné zjistit tvar chromozomu a pozici centromery. Tato situace je častá například u některých druhů hmyzu, tedy pozice rDNA na chromozomu zůstává nejasná. V publikacích o pozici rDNA u hmyzu je počet signálů často zjišťován na meiotických chromozomech. Morfologie bivalentů, které mají těsné 51

párování homologních chromozomů (například Cabrero a kol., 2003 [203]), často nedovoluje určit přesnou pozici centromery a tedy i pozici lokusů rDNA vzhledem k centromeře. V těchto případech je v databázi uveden pouze počet signálů rDNA. U některých karyotypů pozice rDNA na celém (většinou krátkém) raménku může znamenat spíše technický artefakt, vzniklý přehnanou expozicí signálu během zachycení obrázku. Některé karyotypy však skutečně mají rDNA na celém raménku chromozomu, například rostliny rodu Nothoscordum a Ipheion (Souza a kol., 2010). U živočichů se lokalizace na celém raménku týká některých druhů ryb a hmyzu, například 45S Dissostichus eleginoides a D. mawsoni (ryby, Actinopterygii) (Ghigliotti a kol., 2007 [195]). Roa a Guerra (2012) uvedli, že zvláštní případ u rostlin nastává, je-li rDNA na holokinetických (holocentrických) chromozomech. Jsou to chromozomy bez cytogeneticky rozlišitelné centromery (primární konstrikce) a s velkým kinetochorem téměř po celé délce chromozomu (Heckmann a kol., 2011). Roa a Guerra (2012) zjistili, že přestože je počet lokusů variabilní, všechny jsou lokalizovány v terminální části chromozomu. Například rod Rhynchospora (Cyperaceae, šáchorovité) má 2 až 30 lokusů 45S rDNA, ale pozice je vždy terminální (Sousa a kol., 2011; Vanzela a kol., 1998). Z toho Roa a Guerra odvodili, že organismy s holokinetickými chromozomy mají přísnější systém, zabraňující přesunu rDNA dovnitř raménka chromozomu (Roa a Guerra, 2012). Naproti tomu u živočichů s holocentrickými chromozomy se zdá, že terminální pozice rDNA není tak vyhraněná, jako u rostlin. Například v řádu Hemiptera (členovci, Arthropoda) mají všechny druhy pouze holokinetické chromozomy. Lokalizace rDNA však není pouze terminální, ale i intersticiální (26%). Mikrochromozomy ptáků jsou málo prozkoumané, avšak obsahují často velké množství genů, mimo jiné i rDNA. Například u některých genů (gen LPPR2) vznikla domněnka, že se u ptáků vůbec nevyskytují a mnohem později byly nalezeny právě na mikrochromozomech (Hron a kol., 2015). Skutečnost, že mikrochromozomy ptáků ještě nejsou důkladně prostudované, by mohla být jedním z důvodů proč existuje jen málo informací o pozici lokusů rDNA ptáků. Zjistili jsme, že většina ptáků v databázi (86%) má 45S rDNA lokalizovanou na mikrochromozomech.

5.3 Srovnání databází živočišné a rostlinné rDNA Obě databáze byly statisticky analyzovány a srovnání základních výsledků těchto analýz je uvedeno v tabulce 8.

Tabulka 8. Srovnání statistických údajů živočišné a rostlinné databáze (Garcia a kol. 2012, 2017).

Lokus Parametr Živočichové Rostliny 5S Průměrný počet lokusů/2C 4,7 4,0 Rozsah/ 2C 1-74 1-71 Medián 2 3 Mód 2 2 Karyotypy s jedním lokusem 56% 40% Terminální lokus 35% 29% Korelace počtu lokusů a velikosti genomu ne ano (slabá) 45S Průměrný počet lokusů/2C 3,6 5,0 Rozsah/ 2C 1-54 1-45 Medián 2 4 Mód 2 4 Karyotypy s jedním lokusem 62% 28% Terminální lokus 52% 83% Korelace počtu lokusů a velikosti genomu ne ano (slabá) Kolokalizace 5S a 45S 11% 33%

5.4 Vzájemná pozice 5S a 45S (35S) rDNA Na začátku je třeba zmínit, že karyotypy se známou pozicí současně 5S i 45S jsou v relativní menšině (cca 33% karyotypů). Je to dáno především nižším počtem cytogenetických údajů pro lokus 5S rDNA. Dalším důvodem jsou oddělené informace o 5S a 45S rDNA, získané z více publikací, nebo že FISH experiment byl prováděn separátně se sondou 5S a 45S na různých metafázích. Lokalizace obou typů rDNA na stejném raménku chromozomu se u rostlin vyskytuje častěji, než kdyby byla tato lokalizace náhodná (Roa a Guerra, 2015). Ke kolokalizaci docházelo v evoluci opakovaně, genotyp tudíž není konzervovaný. Počet lokusů 5S a 35S rDNA je u rostlin pozitivně korelován a mnoho druhů má stejný počet lokusů 5S a 35S rDNA (Garcia a kol., 2016). Téměř třetina rostlinných karyotypů má alespoň jeden chromozom, který nese obě jednotky rDNA a většina chromozomů, které mají obě jednotky rDNA, je nesou na stejném raménku chromozomu (Garcia a kol., 2016). V živočišné databázi vykazuje 12% karyotypů kolokalizaci a 10% druhů vykazuje lokalizaci 5S a 45S rDNA na stejném chromozomu, ovšem bez kolokalizace. Tento jev naznačuje, že přestože je kolokalizace rDNA u živočichů spíše vzácná, pravděpodobně není náhodná, stejně jak tomu je u rostlin. U rostlin i živočichů nastává situace, kdy se druhy stejného rodu liší v kolokalizaci. Například v rodu Ancistrus (ryby, Actinopterygii) se vyskytují jak druhy s kolokalizací 5S a 45S rDNA (A. claro a A. cf. dubius) tak druhy

s oddělenými lokusy rDNA (A. cuiabae a A. taunayi) (Mariotto a kol., 2011; Konerat a kol., 2015 [36, 656]).

5.5 Vztah variability rDNA a fylogenetického stáří taxonomických skupin Ze všech více zastoupených skupin jsou členovci jednoznačně fylogeneticky nejstarší skupinou (550 milionů let) organismů (https://en.wikipedia.org). Následují pak paryby (421 milionů let), dále jsou to ryby (419 milionů let), obojživelníci (360 milionů let) a plazi (312 milionů let). Uvedené pořadí zhruba odpovídá pořadí v rozmanitosti počtu lokusů rDNA, proto zde může být určitá souvislost. Tento trend se projevuje i na nižších taxonomických jednotkách. Například čeleď Orthoptera (kobylky, saranče, křísi) je výrazně fylogeneticky starší (350-300 milionů let), než čeleď Coleoptera (brouci, 270 milionů let). Variabilita čeledi Orthoptera co do počtu lokusů je výrazně větší (1-24 lokusů 5S rDNA a 1-20 lokusů 45S rDNA/ 2C) než variabilita v čeledi Coleoptera (1-7 lokusů 5S rDNA a 1-16 lokusů 45S rDNA/ 2C). Z toho vyplývá, že fylogenetické stáří skupiny může souviset s variabilitou počtu lokusů, přičemž starší skupiny mívají větší variabilitu rDNA, než skupiny vývojově mladší.

5.6 Internetová podoba databáze Internetová podoba Databáze živočišné rDNA byla vytvořena po vzoru rostlinné databáze (Plant rDNA Database http://www.plantrdnadatabase.com/) s některými odchylkami. V obou databázích se v základním vyhledávání objeví: rodové jméno, druhové jméno, počet a pozice lokusů 5S rDNA, počet a pozice 45S rDNA, diploidní počet chromozomů daného organismu a odkaz na zdrojové literární údaje. V základním vyhledávání rostlinné databáze se navíc nachází možnosti: jméno autora názvu druhu (Specific authority), karyotyp, grafické zobrazení 2C, průměr 2C (pg), NOR, ploidie, vzájemná pozice 5S a 35S, typ telomery a odkaz na sekvenci. V rozšířeném vyhledávání je možné zvolit například čeleď, poddruh, rozsah 2C (pg), životní cyklus, kultivar, rozsah počtu lokusů 5S a 35S a počet chromozomů nesoucích 5S i 35S rDNA. V základním vyhledávacím módu živočišné databáze se navíc nachází informace o poddruhu. V pokročilém vyhledávání je také možné zvolit čeleď, průměr a rozsah 2C (pg), ploidii, vzájemnou pozici 5S a 45S rDNA, Specific authority a podobně. U rostlin je informace o ploidii velmi podstatná, protože mnoho rostlin je polyploidních. U živočichů se polyploidie také vyskytuje, ale zdaleka ne v takové míře, jako u rostlin, většinou se týká ryb. U rostlin je také podstatný životní cyklus, tedy jestli jsou rostliny jednoleté, dvouleté nebo vytrvalé. U živočichů se takové rozdělení běžně nepoužívá. V rostlinné databázi se nachází informace o tom, jestli uvedený zdroj uvádí počet a pozici NOR (organizátor jadérka). Křížek znamená, že zdroj informaci obsahuje. Tuto 54

kategorii v živočišné databázi neuvádím, protože naprostá většina zdrojových článků o rDNA živočichů tuto informaci uvádí a v ostatních je možné nalézt odkaz na publikaci, ve které je informace uvedena. V živočišné databázi by se v budoucnu při aktualizacích mohly objevit údaje o tvaru chromozomu, na kterém se lokusy rDNA nachází a odkazy na údaje o sekvenčních datech rDNA, pokud jsou známé, a typ chromozomů, na kterých se rDNA nachází. Údaje o tvaru a typu chromozomu, nesoucího lokus rDNA, byly již částečně zpracovány ve výsledcích, nejsou však prozatím zapracovány do internetové podoby. Aktualizace internetové databáze je plánována na rok 2019. Zobrazení karyotypu (po vzoru rostlinné databáze) by jistě bylo pro uživatele živočišné databáze velmi přínosné. Avšak u živočichů je to problematická kategorie. Například u mnoha hmyzích druhů není znám tvar jejich chromozomů (pozice centromery apod.). V budoucnu by se však mohl karyotyp u méně problematických druhů v databázi objevit.

6 Závěr Databáze živočišné rDNA je již dostupná na internetu a je také využívána, od roku 2017 bylo zaznamenáno přes 2 200 přístupů. Autoři publikací již použili kontaktní formulář a poslali výsledky svého výzkumu. Databázi jsem statisticky vyhodnotila a toto vyhodnocení přineslo zajímavé výsledky. a. Medián počtu lokusů se u všech sledovaných skupin pohybuje velmi nízko (1 lokus na haploidní sadu), což naznačuje, že u většiny živočišných karyotypů se vyskytuje relativně nízký počet lokusů rDNA. Avšak téměř každá skupina obsahuje výjimky, které mají extrémně vysoký počet lokusů. Tyto “výjimky“ jsou tím četnější, čím je vyšší druhová diverzita skupiny. Ta zase může souviset s fylogenetickým stářím skupiny organismů. Obecně lze říci, že nejvíce variabilní co do počtu lokusů jsou vývojově starší skupiny živočichů jako je například hmyz. b. rDNA se většinou nachází na autozomech, i když se najdou i jiné lokalizace (pohlavní chromozomy, B chromozomy). c. Většina živočichů má oddělené lokusy 5S a 45S rDNA. d. Lokalizace i počet lokusů se mohou lišit v rámci čeledi, rodu, druhu i karyotypu, nebo mohou být naopak jednotné. e. Pozice lokusu na chromozomu není ovlivněna počtem lokusů (jeden nebo více), ale může být částečně ovlivněna morfologií chromozomu. Budoucí aktualizace databáze, které přinesou informace o dalších živočišných karyotypech, jistě také umožní provedení nového statistického vyhodnocení. Doufám, že toto vyhodnocení nabídne komplexnější pohled na evoluci rDNA živočichů.

Literatura

Almeida C. a Pedrosa-Harand A: Contrasting rDNA evolution in lima bean (Phaseolus lunatus L.) and common bean (P. vulgaris L. Fabaceae). Cytogenetic and Genome Research [online], 2011, 132, [cit. 20.2.2018], s. 212–217. Dostupné na: https://www.karger.com/Article/Abstract/321677

Alves-Costa F.A., Wasko A.P., Oliveira C., Foresti F. a Martins C.: Genomic organization and evolution of the 5S ribosomal DNA in Tilapiini fishes. Genetica [online], 2006, 127, [cit. 22.2.2018], s. 243–252. Dostupné na: https://link.springer.com/article/10.1007%2Fs10709- 005-4013-8

Amorim I.C., Milani D., Cabral de Mello D.C., Rocha M.F. a Moura R.C.: Possible origin of B chromosome in Dichotomius sericeus (Coleoptera). Genome [online], 2016, 59, [cit. 22.3.2018], s. 575-580. Dostupné na: http://www.nrcresearchpress.com/doi/abs/10.1139/gen- 2016-0048#.XDSTNtJKiM9

Anger A.M., Armache J.P., Berninghausen O., Habeck M., Subklewe M., Wilson D.N. a Beckmann R.: Structures of the human and Drosophila 80S ribosome. Nature [online], 2013, 497, [cit. 24.5.2016], 80-87. Dostupné na: https://www.nature.com/articles/nature12104

Araki H.: Initiation of chromosomal DNA replication in eukaryotic cells; contribution of yeast genetics to the elucidation. Genes & Genetic Systems[online], 2011, 86, [cit. 5.9.2017], s. 141– 149. Dostupné na: https://www.jstage.jst.go.jp/article/ggs/86/3/86_3_141/_article

Ashley C.T. Jr a Warren S.T.: Trinucleotide repeat expansion and human disease. Annual Review of Genetics [online], 1995, 29, [cit. 5.9.2017], s.703–728. Dostupné na: https://www.annualreviews.org/doi/abs/10.1146/annurev.ge.29.120195.003415

Attwood T.K., Gisel A., Eriksson N.E. a Bongcam-Rudloff E.: Concepts, historical milestones and the central place of bioinformatics in modern biology: a European perspective. Bioinformatics-trends and methodologies. InTech Open. [online], 2011, [cit. 7.3.2018]. Dostupné na: https://www.intechopen.com/books/bioinformatics-trends-and- methodologies/concepts-historical-milestones-and-the-central-place-of-bioinformatics-in- modern-biology-a-european-

EMBL-EBI [online], European Molecular Biology Laboratory. Dostupné na: https://www.ebi.ac.uk/

ExPASy [online], Expert Protein Analysis System. Dostupné na: https://www.expasy.org/

Bagchi A., Bhattacharya A. a Bhattacharya S.: Lack of a chromosomal copy of the circular rDNA plasmid of Entamoeba histolytica. International Journal for Parasitology, [online], 1999, 29, [cit. 25.6.2016], s. 1775–1783. Dostupné na: https://www.sciencedirect.com/science/article/pii/S0020751999001253

Bakkali M., Cabrero J., López-León M.D., Perfectti F. a Camacho J.P.M.: Population differences in the expression of nucleolus organizer regions in the grasshopper Eyprepocnemis

plorans. Protoplasma [online], 2001, 217, [cit. 7.2.2018], s. 185-190. Dostupné na: https://link.springer.com/article/10.1007/BF01283399

Barman A.S., Singh M., Singh R.K. a Lal K.K.: Evidence of birth-and-death evolution of 5S rRNA gene in Channa species (Teleostei, Perciformes). Genetica [online], 2016, 144, [cit. 17.1.2017], s. 723–732. Dostupné na: https://link.springer.com/article/10.1007%2Fs10709- 016-9938-6

Bateman A.: Editorial. Nucleic Acids Research. [online], 2007, 35, [cit. 5.5.2018], s. 1–2. Dostupné na: https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC1899101/

Benevolenskaya E.V., Kogan G.L., Tulin A.V., Philipp D. a Gvozdev V.A.: Segmented Gene Conversion as a Mechanism of Correction of 18S rRNA Pseudogene Located Outside of rDNA Cluster in D. melanogaster. Molecular Biology and Evolution, 1997. In: Kupriyanova N.S.: Conservation and Variation of Ribosomal DNA in Eukaryotes. Molecular Biology [online], 2000, 34, [cit. 18.7.2016], s. 637—647. Dostupné na: https://link.springer.com/article/10.1007/BF02759600

Bergeron J. a Drouin G.: The evolution of 5S ribosomal RNA genes linked to the rDNA units of fungal species. Current Genetics [online], 2008, 54, [cit. 5.6.2016], s. 123–131. Dostupné na: https://link.springer.com/article/10.1007/s00294-008-0201-2

Berrie G.K.: The nucleolar chromosome in Hepatics: II. A phylogenetic speculation. Trans Brit Bryol Soc. 1958. In: Rosato M., Kovařík A., Garilleti R. a Rosselló J. A.: Conserved organisation of 45S rDNA sites and rDNA gene copy number among major clades of early land plants. PloS One [online], 2016, 11, [cit. 30.1.2017], e0162544. Dostupné na: https://journals.plos.org/plosone/article?id=10.1371/journal.pone.0162544

Borneman A.R., Desany B.A., Riches D., Affourtit J.P., Pretorius I.S., Engholm M. a Chambers P.J.: Whole-genome comparison reveals novel genetic elements that characterize the genome of industrial strains of Saccharomyces cerevisiae. PLoS Genetics [online], 2011, 7, [cit. 4.5.2017], e1001287. Dostupné na: https://journals.plos.org/plosgenetics/article?id=10.1371/journal.pgen.1001287

Brown D.D., Wensink P.C. a Jordan E.: A comparison of the ribosomal DNA’s of Xenopus laevis and Xenopus mulleri: the evolution of tandem genes. Journal of Molecular Biology [online], 1972, 63, [cit. 4.2.2017], s. 57–73. Dostupné na: https://www.sciencedirect.com/science/article/pii/0022283672905219

Brownell E.: Krystal M. a Arnheim N.: Structure and evolution of human and African ape rDNA pseudogenes. Molecular biology and evolution [online], 1983, 1, [cit. 5.2.2016], s. 29- 37. Dostupné na: https://academic.oup.com/mbe/article/1/1/29/1508299

Bugrov A.G., Jetybayev I.E., Karagyan G.H. a Rubtsov N.B.: Sex chromosome diversity in Armenian toad grasshoppers (Orthoptera, Acridoidea, Pamphagidae). Comparative Cytogenetics [online], 2016, 10, [cit. 2.2.2016], s. 45–59. Dostupné na: https://compcytogen.pensoft.net/article/6407/

Cabral de Mello D.C., Cabrero J., López-León M.D. a Camacho J.P.M.: Evolutionary dynamics of 5S rDNA location in acridid grasshoppers and its relationship with H3 histone gene and 45S rDNA location. Genetica [online], 2011, 139, [cit. 7.9.2012], [cit. 5.2.2016], s. 921-931. Dostupné na: https://link.springer.com/article/10.1007/s10709-011-9596-7

Cabral de Mello D.C., Moura R.C. a Martins C.: Cytogenetic Mapping of rRNAs and Histone H3 Genes in 14 Species of Dichotomius (Coleoptera, Scarabaeidae, Scarabaeinae) Beetles. Cytogenet Genome Res [online], 2011b, 134 [cit. 11.3.2014], s. 127-135. Dostupné na: https://www.karger.com/Article/Abstract/326803

Cabral de Mello D.C., Oliveira S.G., de Moura R.C. a Martins, C.: Chromosomal organization of the 18S and 5S rRNAs and histone H3 genes in Scarabaeinae coleopterans: insights into the evolutionary dynamics of multigene families and heterochromatin. BMC Genetics [online], 2011, 12, [cit. 7.9.2012], s. 1-12. Dostupné na: https://bmcgenet.biomedcentral.com/articles/10.1186/1471-2156-12-88

Cabral de Mello D.C., Moura R.C. a Martins C.: Chromosomal mapping of repetitive DNAs in the beetle Dichotomius geminatus provides the first evidence for an association of 5S rRNA and histone H3 genes in insects, and repetitive DNA similarity between the B chromosome and A complement. Heredity [online], 2010, 104 [cit. 10.9.2012], s. 393-400. Dostupné na: https://www.nature.com/articles/hdy2009126

Cabrero J. a Camacho J.P.M.: Location and expression of ribosomal RNA genes in grasshoppers: Abundance of silent and cryptic loci. Chromosome Research [online], 2008, [cit. 15.6.2016], 16, s. 595-607. Dostupné na: https://link.springer.com/article/10.1007%2Fs10577- 008-1214-x

Cabrero J., Bugrov A., Warchałowska-Śliwa E., López-León M.D., Perfectti F. a Camacho J.P.M.: Comparative FISH analysis in five species of Eyprepocnemidine grasshoppers. Heredity [online], 2003a, 90, [cit. 10.2.2014], s. 377-381. Dostupné na: https://www.nature.com/articles/6800255

Cabrero J., Bakkali M., Bugrov A., Warchalowska-Sliwa E., López-León M.D., Perfectti F. a Camacho J.P.M.: Multiregional origin of B chromosomes in the grasshopper Eyprepocnemis plorans. Chromosoma [online], 2003b, 112, [cit. 7.2.2014], s. 207-211. Dostupné na: https://link.springer.com/article/10.1007/s00412-003-0264-2

Cabrero J. a Camacho J.P.M.: Location and expression of ribosomal RNA genes in grasshoppers: Abundance of silent and cryptic loci. Chromosome Research [online], 2008, 16, [cit. 24.4.2014], s. 595-607. Dostupné na: https://link.springer.com/article/10.1007/s10577- 008-1214-x

Campo D., Machado-Schiaffino G., Horreo J.L. a Garcia-Vazquez E.: Molecular organization and evolution of 5S rDNA in the genus Merluccius and their phylogenetic implications. Journal of Molecular Evolution [online], 2009, [cit. 5.9.2016], 68, s. 208–216. Dostupné na: https://link.springer.com/article/10.1007%2Fs00239-009-9207-8

Capesius I.: Analysis of the ribosomal RNA gene repeat from the moss Funaria hygrometrica. Plant Molecular Biology [online], 1997, [cit. 5.2.2016], 33, s. 559–564. Dostupné na: https://link.springer.com/article/10.1023/A:1005740031313

Carvalho N.D., Pinheiro V.S., Carmo E.J., Goll L.G., Schneider C.H. a Gross M.C.: The organization of repetitive DNA in the genomes of Amazonian lizard species in the family Teiidae. Cytogenetic and genome research [online], 2015, 147, [cit. 25.2.2016], s. 161-168. Dostupné na: https://www.karger.com/Article/Abstract/443714

Castro J., Sánchez L., Martínez P., De Lucchini S. a Nardi I.: Molecular analysis of a NOR site polymorphism in brown trout (Salmo trutta): organization of rDNA intergenic spacers. Genome [online], 1997, [cit. 18.2.2016], 40, s. 916-922, 10.1139/g97-118. Dostupné na: https://www.ncbi.nlm.nih.gov/m/pubmed/18464877/

Cazaux B., Catalan J., Veyrunes F., Douzery E.J. a Britton-Davidian J.: Are ribosomal DNA clusters rearrangement hotspots? A case study in the genus Mus (Rodentia, Muridae). BMC Evolutionary Biology [online], 2011, [cit. 18.2.2016], 11, s. 1-14. Dostupné na: https://bmcevolbiol.biomedcentral.com/articles/10.1186/1471-2148-11-124

Cioffi M.B., Martins C. a Bertollo, L.A.: Chromosome spreading of associated transposable elements and ribosomal DNA in the fish Erythrinus erythrinus. Implications for genome change and karyoevolution in fish. BMC Evolutionary Biology [online], 2010, 10, [cit. 12.9.2012], s. 1-9. Dostupné na: https://bmcevolbiol.biomedcentral.com/articles/10.1186/1471- 2148-10-271

Clark C.G., Tague B.W., Ware V.C. a Gerbi S.A.: Xenopus laevis 28S ribosomal RNA: a secondary structure model and its evolutionary and functional implications, Nucleic Acids Research, 1984. In: Kupriyanova N.S.: Conservation and Variation of Ribosomal DNA in Eukaryotes. Molecular Biology [online], 2000, 34, [cit. 18.7.2016], s. 637—647. Dostupné na: https://link.springer.com/article/10.1007/BF02759600

Cole J.R., Wang Q., Cardenas E., Fish J., Chai B. a Farris R.J., Kulam-Syed-Mohideen A.S., McGarrell D.M., Marsh T., Garrity G.M., Tiedje J.M.: The Ribosomal Database Project: improved alignments and new tools for rRNA analysis. Nucleic Acids Research [online], 2009, 37, [cit. 13.11.2016], s. 141-145. Dostupné na: https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC2686447/

Cole J. R., Wang Q., Fish J.A., Chai B., McGarrell D.M., Sun Y., Brown C.T., Porras-Alfaro A., Kuske C.R. a Tiedje J.M.: Ribosomal Database Project: data and tools for high throughput rRNA analysis Nucleic Acids Research [online], 2014, 42(Database issue), [cit. 1.5.2018], s. 633-642; Dostupné na: https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC3965039/ da Silva M., Matoso D.A., Vicari M.R., de Almeida M.C., Margarido V.P. a Artoni R.F.: Physical mapping of 5S rDNA in two species of knifefishes: Gymnotus pantanal and Gymnotus paraguensis (Gymnotiformes). Cytogenetic and genome research [online], 2011, 134, [cit. 22.5.2014], s. 303-307. Dostupné na: https://www.karger.com/Article/Abstract/328998

Datson P.M. a Murray B.G.: Ribosomal DNA locus evolution in Nemesia: transposition rather than structural rearrangement as the key mechanism? Chromosome Research [online], 2006, 14, [cit. 27.2.2016], s. 845–857. Dostupné na: https://link.springer.com/article/10.1007/s10577- 006-1092-z

DDBJ [online], DNA Data Bank of Japan. Dostupné na: https://www.ddbj.nig.ac.jp/index- e.html de Aguiar H.J.A.C., Barros L.A.C., Alves D.R., Mariano C.D.S.F., Delabie J.H.C. a das Graças Pompolo S.: Cytogenetic studies on populations of Camponotus rufipes (Fabricius, 1775) and Camponotus renggeri Emery, 1894 (Formicidae: Formicinae). PloS One [online], 2017, 12, [cit. 20.6.2017], e0177702. Dostupné na: https://journals.plos.org/plosone/article?id=10.1371/journal.pone.0177702 de Barros L., Galetti Junior P. a Feldberg E.: Mapping 45S and 5S ribosomal genes in chromosomes of Anostomidae fish species (Ostariophysi, Characiformes) from different Amazonian water types. Hydrobiologia [online], 2017, 789, [cit. 10.2.2016], s. 1-13. Dostupné na: https://link.springer.com/article/10.1007/s10750-015-2583-8 da Silva, G.M., Bione E.G., Cabral de Mello D.C., de Moura R.C., Simoes Z.L.P. a de Souza M.J.: Comparative cytogenetics of three species of Dichotomius (Coleoptera, Scarabaeidae). Genet. Mol. Biol. [online]. 2009, 32, [cit. 25.4.2017], s. 276-280. Dostupné na: http://www.scielo.br/scielo.php?script=sci_arttext&pid=S1415- 47572009000200012&lng=en&nrm=iso

Deininger P.L., Jolly D.J., Rubin C.M., Friedmann T. a Schmid C.W.: Base sequence studies of 300 nucleotide renatured repeated human DNA clones. Journal of Molecular Biology 1981. In: Kupriyanova N.S.: Conservation and Variation of Ribosomal DNA in Eukaryotes. Molecular Biology [online], 2000, 34, [cit. 18.7.2016], s. 637—647. Dostupné na: https://link.springer.com/article/10.1007/BF02759600

D'Errico I., Gadaleta G. a Saccone C.: Pseudogenes in metazoa: origin and features. Briefings in Functional Genomics [online], 2004, 3, [cit. 9.9.2016], s. 157-167. Dostupné na: https://pdfs.semanticscholar.org/2558/13f0a6a80356808df28440748c5ec2bb5da9.pdf

Doudna J.A. a Rath V.L.: Structure and function of the eukaryotic ribosome. The next frontier. Cell [online], 2002, 109, [cit. 24.5.2016], s. 153–156. Dostupné na: https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC3331703/

Drouin G., Hofman J.D. a Doolittle W.F.: Unusual ribosomal RNA gene organization in copepods of the genus Calanus. Journal of Molecular Biology [online], 1987, 196, [cit. 6.3.2017], s. 943-946. Dostupné na: https://www.sciencedirect.com/science/article/pii/0022283687904177?via%3Dihub

Drouin G. a de Sá M.M.: The concerted evolution of 5S ribosomal genes linked to the repeat units of other multigene families. Molecular Biology and Evolution [online], 1995, 3, [cit. 14.5.2018], 481-493. Dostupné na: https://academic.oup.com/mbe/article/12/3/481/979937

Drouin G., Sevigny J.M., McLaren I.A., Hofman J.D. a Doolittle W.F.: Variable arrangement of 5S ribosomal genes within the ribosomal DNA repeats of arthropods. Molecular Biology and Evolution [online], 1992, 9, [cit. 15.5.2018], s. 826–835. Dostupné na: https://academic.oup.com/mbe/article/9/5/826/1009233

Dydak M., Kolano B., Nowak T., Siwinska D. a Maluszynska J.: Cytogenetic studies of three European species of Centaurea L. (Asteraceae). Hereditas [online], 2009, 146, [cit. 12.4.2016], s. 152-161. Dostupné na: https://onlinelibrary.wiley.com/doi/full/10.1111/j.1601- 5223.2009.02113.x

Eagle S.H.C. a Crease TJ.: Copy number variation of ribosomal DNA and Pokey transposons in natural populations of Daphnia. Mobile DNA [online], 2012, 3, [cit. 10.11.2016], 4. Dostupné na: https://mobilednajournal.biomedcentral.com/articles/10.1186/1759-8753-3-4

Eickbush T.H. a Eickbush D.G.: Finely Orchestrated Movements: Evolution of the Ribosomal RNA Genes. Genetics [online], 2007, 175, [cit. 22.6.2016], s. 477–485. Dostupné na: http://www.genetics.org/content/175/2/477

Endow S.A. a Komma D.G.: One-step and stepwise magnification of a bobbed lethal chromosome in Drosophila melanogaster. Genetics 1986. In: Kupriyanova N.S.: Conservation and Variation of Ribosomal DNA in Eukaryotes. Molecular Biology [online], 2000, 34, [cit. 18.7.2016], s. 637—647. Dostupné na: https://link.springer.com/article/10.1007/BF02759600

Eirin-Lopez J.M., Rebordinos L., Rooney A.P. a Rozas J.: The birth-and-death evolution of multigene families revisited. Genome Dynamics 2012. In: Barman A.S., Singh M., Singh R.K. a Lal K.K.: Evidence of birth-and-death evolution of 5S rRNA gene in Channa species (Teleostei, Perciformes). Genetica [online], 2016, 144, [cit. 17.1.2017], s. 723–732. Dostupné na: https://link.springer.com/article/10.1007%2Fs10709-016-9938-6

Fontana F., Lanfredi M., Congiu L., Leis M., Chicca M. a Rossi R.: Chromosomal mapping of 18S-28S and 5S rRNA genes by two-colour fluorescent in situ hybridization in six sturgeon species. Genome 2003, 46, [cit. 13.9.2012], s. 473–477. Dostupné na: http://www.nrcresearchpress.com/doi/abs/10.1139/g03-007?journalCode=gen#.W8R9idczaM8

Foresti F., Oliveira C., Galetti Junior P.M. a Almeida-Toledo L.F.: Synaptonemal complex analysis in spermatocytes of tilapia, Oreochromis niloticus (Pisces, Cichlidae). Genome [online], 1993, 36, [cit.], s. 182–190. Dostupné na: https://link.springer.com/article/10.1007/BF00710712

Frank A.C. a Wolfe K.H.: Evolutionary capture of viral and plasmid DNA by yeast nuclear chromosomes. Eukaryotic Cell [online], 2009, 8, [cit. 5.8.2016], s. 1521–1531. Dostupné na: https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC2756859/

Froese R. a Pauly D.: Editors. 2017. FishBase , version (10/2017) [online]. World Wide Web electronic publication. Dostupné na: www.fishbase.org.

Fujiwara A., Abe S., Yamaha E., Yamazaki F. a Yoshida M.C.: Chromosomal localization and heterochromatin association of ribosomal RNA gene loci and silver-stained nucleolar organizer

regions in salmonid fishes. Chromosome Research [online], 1998, 6, [cit. 24.4.2014], s. 463- 471. Dostupné na: http://link.springer.com/article/10.1023%2FA%3A1009200428369?LI=true

Fulneček J., Matyásek R. a Kovařík A.: Plant 5S rDNA has multiple alternative nucleosome positions. Genome [online], 2006, 49, [cit. 8.5.2016], s. 840-850. Dostupné na: http://www.nrcresearchpress.com/doi/abs/10.1139/g06-039?url_ver=Z39.88- 2003&rfr_id=ori:rid:crossref.org&rfr_dat=cr_pub%3dpubmed#.W8SCLtczaM8

Galeote V., Bigey F., Beyne E., Novo M., Casaregola S. a Dequin S.: Amplification of a Zygosaccharomyces bailii DNA segment in wine yeast genomes by extrachromosomal circular DNA formation. PLoS One [online], 2011, 6, [cit. 25.1.2017], e17872. Dostupné na: https://journals.plos.org/plosone/article?id=10.1371/journal.pone.0017872

Galián J.A., Rosato M. a Rosselló J.A.: Early evolutionary colocalization of the nuclear ribosomal 5S and 45S gene families in seed plants: evidence from the living fossil gymnosperm Ginkgo biloba. Heredity [online], 2012, 108, [cit. 26.3.2016], s. 640-646. Dostupné na: https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC3356814/

Galperin M.Y., Fernandez-Suarez X.M. a Rigden D.J.: The 24th annual Nucleic Acids Research database issue: a look back and upcoming changes. Nuleid Acids Research [online], 2017, 45, [cit.23.2.2018], 1-11. Dostupné na: https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC5210597/

Ganley A.R. a Kobayashi T.: Highly efficient concerted evolution in the ribosomal DNA repeats: total rDNA repeat variation revealed by whole-genome shotgun sequence data. Genome Research [online], 2007, 17, [cit. 22.6.2016], s. 184–191. Dostupné na: https://academic.oup.com/femsyr/article/14/1/49/511566

Ganley A.R. a Kobayashi T.: Monitoring the rate and dynamics of concerted evolution in the ribosomal DNA repeats of Saccharomyces cerevisiae using experimental evolution. Molecular Biology and Evolution [online], 2011, 28, [cit. 2.11.2017], s. 2883–2891. Dostupné na: https://academic.oup.com/mbe/article/28/10/2883/973112

Gangloff S., Zou H. a Rothstein: Gene conversion plays the major role in controlling the stability of large tandem repeats in yeast. The EMBO Journal [online], 1996, 15, [cit. 20.2.2018], s. 1715–1725. Dostupné na: https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC450084/

Garcia A.D., O’Connell A.M. a Sharp S.J.: Formation of an active transcription complex in the Drosophila melanogaster 5S RNA gene is dependent on an upstream region. Molecular and Cellular Biology [online], 1987, 7, [cit. 30.6.2017], s. 2046–2051. Dostupné na: https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC365324/

Garcia S., Garnatje T., Pellicer J., McArthur E.D., Siljak-Yakovlev S. a Vallès J.: Ribosomal DNA, heterochromatin, and correlation with genome size in diploid and polyploid North American endemic sagebrushes (Artemisia, Asteraceae). Genome [online], 2009, 52, [cit. 2.5.3016], s. 1012-1024. Dostupné na: http://www.nrcresearchpress.com/doi/abs/10.1139/G09- 077?url_ver=Z39.88- 2003&rfr_id=ori:rid:crossref.org&rfr_dat=cr_pub%3dpubmed#.W8SFltczaM8 63

Garcia S., Panero J.L., Siroky J. a Kovarik A.: Repeated reunions and splits feature the highly dynamic evolution of 5S and 35S ribosomal RNA genes (rDNA) in the Asteraceae family. BMC Plant Biology [online], 2010, 10, [cit. 3.5.2016], e176. Dostupné na: https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC3095306/

Garcia S., Garnatje T. a Kovařík A.: Plant rDNA database: ribosomal DNA loci information goes online. Chromosoma [online], 2012, 121, [cit. 14.12.2013], s. 389-394. Dostupné na: https://link.springer.com/article/10.1007%2Fs00412-012-0368-7

Garcia S. a Kovařík A.: Dancing together and separate again: gymnosperms exhibit frequent changes of fundamental 5S and 35S rRNA gene (rDNA) organisation. Heredity [online], 2013, 111, [cit. 10.8.2018], s. 23-33. Dostupné na: https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC3692318/

Garcia S., Gálvez F., Gras A., Kovařík A. a Garnatje T.: Plant rDNA database: update and new features. Database [online], 2014, [cit. 11.9.2014], bau063. Dostupné na: https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC4075780/

Garcia S., Cortés P., Fernàndez X., Garnatje T. a Kovařík A.: Organisation, expression and evolution of rRNA genes in plant genomes. Research Signpost [online], 2016, 37, [cit. 13.1.2018], s. 49-65. Dostupné na: http://diposit.ub.edu/dspace/handle/2445/103608

Garcia S., Kovařík A., Leitch A.R. a Garnatje T.: Cytogenetic features of rRNA genes across land plants: analysis of the Plant rDNA database. The Plant Journal [online], 2017, 89, [cit. 17.3.2017], s. 1020-1030. Dostupné na: https://onlinelibrary.wiley.com/doi/abs/10.1111/tpj.13442

Gene Ontology [online], Gene ontology consortium. Dostupné na: http://geneontology.org/

GenScript [online]. Dostupné na: https://www.genscript.com/molecular-biology- glossary/2165/orphon

Ghigliotti L., Mazzei F., Ozouf-Costaz C., Bonillo C., Williams R., Cheng C.H. a Pisano E.: The two giant sister species of the Southern Ocean, Dissostichus eleginoides and Dissostichus mawsoni, differ in karyotype and chromosomal pattern of ribosomal RNA genes. Polar Biology [online], 2007, 30, [cit. 24.4.2014], s. 625-634. Dostupné na: https://link.springer.com/article/10.1007/s00300-006-0222-6

Gomes Junior R.G., Schneider C.H., de Lira T., Carvalho N.D.M., Feldberg E., da Silva M.N.F. a Gross M.C.: Intense genomic reorganization in the genus Oecomys (Rodentia, Sigmodontinae): comparison between DNA barcoding and mapping of repetitive elements in three species of the Brazilian Amazon. Comparative cytogenetics [online], 2016, 10, [cit. 26.10.2016], s. 401-426. Dostupné na: https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC5088352/

Gonzalez I.L. a Sylvester J.E.: Complete sequence of 43-kb human ribosomal DNA repeat: Analysis of the intergenic spacer. Genomics 1995. In: Kobayashi T.: Ribosomal RNA gene repeats, their stability and cellular senescence. Proceedings of the Japan Academy, Ser. B

[online], 2014, 90, [cit. 19.7.2016], s. 119-129. Dostupné na: https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC4055705/

Gonzalez I.L. a Sylvester J.E.: Beyond ribosomal DNA: on towards the telomere. Chromosoma 1997. In: Kupriyanova N.S.: Conservation and Variation of Ribosomal DNA in Eukaryotes. Molecular Biology [online], 2000, 34, [cit. 18.7.2016], s. 637—647. Dostupné na: https://link.springer.com/article/10.1007/BF02759600

Góralski G., Lubczyńska P. a Joachimiak A.J.: Chromosome Number Database [online]. Dostupné na: http://chromosomes.binoz.uj.edu.pl

Granneman S. a Baserga S.J.: Ribosome biogenesis: of knobs and RNA processing. Exp Cell Res [online], 2004, 296, [cit. 5.9.2017], s. 43-50. Dostupné na: https://www.sciencedirect.com/science/article/pii/S0014482704001284?via%3Dihub

Gregory T.R.: Animal Genome Size Database [online]. 2018. Dostupné na: http://www.genomesize.com/index.php

Hansen S.R. a Hubble S.P.: Single-nutrient microbial competition: qualitative agreement between experimental and theoretically forecast outcomes. Science 1980. In: Klappenbach J.A., Dunbar J.M. a Schmidt T.M.: rRNA Operon Copy Number Reflects Ecological Strategies of Bacteria. Applied and environmental microbiology [online], 2000, 66, [cit. 22.6.2018], s. 1328– 1333. Dostupné na: https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC91988/

Hay E.D. a Gurdon J.B.: Fine structure of the nucleolus in normal and mutant Xenopus embryos. Journal of cell science [online], 1967, 2, [cit. 10.4.2018], s. 151-162. Dostupné na: http://jcs.biologists.org/content/2/2/151

Heckmann S., Schroeder-Reiter E., Kumke K., Ma L., Nagaki K., Murata M., Wanner G. a Houben A.: Holocentric chromosomes of Luzula elegans are characterized by a longitudinal centromere groove, chromosome bending, and a terminal nucleolus organizer region. Cytogenetic and Genome Research [online], 2011, 134, [cit. 2.5.2018], s. 220–228. Dostupné na: https://www.karger.com/Article/Abstract/327713

Hemleben V., Zentgraf U., Torres-Ruiz R. A. a Schmidt T.: Molecular cell biology: role of repetitive DNA in nuclear architecture and chromosome structure. Progress in Botany 2000. In: Garcia S., Cortés P., Fernàndez X., Garnatje T. a Kovařík A.: Organisation, expression and evolution of rRNA genes in plant genomes. Research Signpost [online], 2016, 37, [cit. 13.1.2018], s. 49-65. Dostupné na: http://diposit.ub.edu/dspace/handle/2445/103608

Hillis D.M., Moritz C., Porter C.A. a Baker R.J.: Evidence for biased gene conversion in concerted evolution of ribosomal DNA. Science [online], 1991, 251, [cit. 20.2.2018], s. 308– 310. Dostupné na: http://science.sciencemag.org/content/251/4991/308.long

Hizume M., Shibata F., Matsusaki Y. a Kondo T.: Mapping of 45S rRNA and 5S rRNA loci in Cryptomeria japonica, Cunninghamia lanceolata and Ginkgo biloba. Chromosome Science 1999. In: Garcia S. a Kovařík A.: Dancing together and separate again: gymnosperms exhibit frequent changes of fundamental 5S and 35S rRNA gene (rDNA) organisation. Heredity

[online], 2013, 111, [cit. 10.8.2018], s. 23-33. Dostupné na: https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC3692318/

Houchins K., O'Dell M., Flavell R. B. a Gustafson, J. P.: Cytosine methylation and nucleolar dominance in cereal hybrids. Molecular and General Genetics [online], 1997, 255, [cit. 5.6.2017], s. 294-301. Dostupné na: https://link.springer.com/content/pdf/10.1007/s004380050500.pdf

Hron T., Pajer P., Pačes J., Bartůněk P. a Elleder D.: Hidden genes in birds. Genome biology [online], 2015, 16, [cit. 28.11.2017], s. 1-4. Dostupné na: https://genomebiology.biomedcentral.com/articles/10.1186/s13059-015-0724-z

Childs G., Maxon R., Cohn R.H. a Kedes L.M.: Orphons: dispersed genetic elements derived from tandem repetitive genes of eucaryotes. Cell 1981. In: Kupriyanova N.S.: Conservation and Variation of Ribosomal DNA in Eukaryotes. Molecular Biology [online], 2000, 34, [cit. 18.7.2016], s. 637—647. Dostupné na: https://link.springer.com/article/10.1007/BF02759600

Ide S., Miyazaki T., Maki H. a Kobayashi T.: Abundance of Ribosomal RNA Gene Copies Maintains Genome Integrity. Science [online], 2010, 327, [cit. 22.6.2016], s. 693-696. Dostupné na: http://science.sciencemag.org/content/327/5966/693.long

Inafuku J., Nabeyama M., Kikuma Y., Saitoh J., Kubota S. a Kohno S.: Chromosomal location and nucleotide sequences of 5S ribosomal DNA of two cyprinid species (Osteichthyes, Pisces). Chromosome Research. [online], 2000, 8, [cit. 10.9.2012], s. 193–199. Dostupné na: https://link.springer.com/article/10.1023/A:1009292610618

Ingle J., Timmis J.N. a Sinclair J.: The relationship between satellite deoxyribonucleic acid, ribosomal ribonucleic acid gene redundancy, and genome size in plants. Plant Physiology 1975. In: Kobayashi T.: Regulation of ribosomal RNA gene copy number and its role in modulating genome integrity and evolutionary adaptability in yeast. Cell. Mol. Life Sci. [online], 2011, 68, [cit. 22.6.2016], s. 1395–1403. Dostupné na: https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC3064901/

Jacob S.T.: Regulation of ribosomal gene transcription. Biochem. J. [online], 1995, 306, [cit. 5.8.2017], s. 617–626. Dostupné na: https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC1136566/

Jetybayev I.Y., Bugrov A.G., Ünal M., Buleu O.G. a Rubtsov N.B.: Molecular cytogenetic analysis reveals the existence of two independent neo-XY sex chromosome systems in Anatolian Pamphagidae grasshoppers. BMC evolutionary biology [online], 2017, 17, [cit. 13.3.2017], s. 1-12. doi:10.1186/s12862-016-0868-9

Johnson-Pokorná M., Altmanová M., Rovatsos M., Velenský P., Vodička R., Rehák I. a Kratochvíl L.: First Description of the Karyotype and Sex Chromosomes in the Komodo Dragon (Varanus komodoensis). Cytogenetic and Genome Research [online], 2016, 148, [cit. 21.9.2017], s. 284-291. Dostupné na: https://www.karger.com/Article/Abstract/447340

Jurka J. a Miloslavljevic C.A.: Reconstruction and analysis of human Alu genes. Molecular Biology and Evolution 1991. In: Kupriyanova N.S.: Conservation and Variation of Ribosomal

DNA in Eukaryotes. Molecular Biology [online], 2000, 34, [cit. 18.7.2016], s. 637—647. Dostupné na: https://link.springer.com/article/10.1007/BF02759600

Kaczanowska M. a Ryden-Aulin M.: Ribosome biogenesis and the translation process in Escherichia coli. Microbiol Mol Biol Rev [online], 2007, 71, [cit. 2.2.2017], s. 477-494. Dostupné na: https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC2168646/

Kim R.A. a Wang J.C.: A subthreshold level of DNA topoisomerases leads to the excision of yeast rDNA as extrachromosomal rings. Cell [online], 1989, 57, [cit. 14.1.2016], s. 975–985. Dostupné na: https://www.sciencedirect.com/science/article/pii/009286748990336X?via%3Dihub

Klappenbach J.A., Dunbar J.M. a Schmidt T.M.: rRNA Operon Copy Number Reflects Ecological Strategies of Bacteria. Applied and environmental microbiology [online], 2000, 66, [cit. 22.6.2018], s. 1328–1333. Dostupné na: https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC91988/

Kobayashi T., Heck D.J., Nomura M. a Horiuchi T.: Expansion and contraction of ribosomal DNA repeats in Saccharomyces cerevisiae: requirement of replication fork blocking (Fob1) protein and the role of RNA polymerase I. Genes Dev [online], 1998, 12, [cit. 3.5.2016], s. 3821–3830. Dostupné na: https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC317266/

Kobayashi T.: Regulation of ribosomal RNA gene copy number and its role in modulating genome integrity and evolutionary adaptability in yeast. Cell. Mol. Life Sci. [online], 2011, 68, [cit. 22.6.2016], s. 1395–1403. Dostupné na: https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC3064901/

Kobayashi T.: Ribosomal RNA gene repeats, their stability and cellular senescence. Proceedings of the Japan Academy, Ser. B [online], 2014, 90, [cit. 19.7.2016], s. 119-129. Dostupné na: https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC4055705/

Kohorn B.D. a Rae P.M.: A component of Drosophila RNA polymerase I promoter lies within the rRNA transcription unit. Nature 1983. In: Ribeiro L.F.C. a Fernandez M.A. Molecular characterization of the 5S ribosomal gene of the Bradysia hygida (Diptera: Sciaridae). Genetica [online], 2004, 122, [cit. 19.2.2018], s. 253–260. Dostupné na: https://link.springer.com/article/10.1007/s10709-004-1704-5

Komarova N.Y., Grabe T., Huigen D.J., Hemleben V. a Volkov R.A.: Organization, differential expression and methylation of rDNA in artificial Solanum allopolyploids. Plant Mol Biol [online], 2004, 56, [cit. 20.6.2016], s. 439–463. Dostupné na: https://link.springer.com/content/pdf/10.1007/s11103-004-4678-x.pdf

Kominami R. a Muramatsu M.: Amplified ribosomal spacer sequence: structure and evolutionary origin. Journal of Molecular Biology 1987. In: Kupriyanova N.S.: Conservation and Variation of Ribosomal DNA in Eukaryotes. Molecular Biology [online], 2000, 34, [cit. 18.7.2016], s. 637—647. Dostupné na: https://link.springer.com/article/10.1007/BF02759600

Konerat J.T., Bueno V., Margarido V.P., Portela-Castro A.L. a Martins-Santos I.C.: Diversity of sex chromosome systems in Ancistrini (Loricariidae, Hypostominae): ZZ/ZW in Ancistrus taunayi Miranda Ribeiro, 1918. Cytogenetic and Genome Research [online], 2015, 146, [cit. 22.3.2018], s. 306-310. Dostupné na: https://www.karger.com/Article/Abstract/441431

Kopp E., Mayr B. a Schleger W.: Species-specific non-expression of ribosomal RNA genes in a mammalian hybrid, the mule. Chromosoma 1986. In: Kupriyanova N.S.: Conservation and Variation of Ribosomal DNA in Eukaryotes. Molecular Biology [online], 2000, 34, [cit. 18.7.2016], s. 637—647. Dostupné na: https://link.springer.com/article/10.1007/BF02759600

Korn L.J. a Brown D.D.: Nucleotide sequence of Xenopus borealis oocyte 5S DNA: Comparison of sequences that flank several related eukaryotic genes. Cell [online], 1978, 15, [cit. 20.6.2016], s. 1145-1156. Dostupné na: https://www.cell.com/cell/fulltext/0092- 8674(78)90042-9?code=cell-site

Kress H., Bechler K., Swida U. a Maletz S.: Evolution of 5S rRNA gene families in Drosophila. Chromosome Research [online], 2001, 9, [cit. 6.6.2015], s. 403–413. Dostupné na: https://link.springer.com/article/10.1023/A:1016787602583

Kupriyanova N., Popenko V., Eisner G., Vengerov J., Timofeeva M., Tikhonenko A., Skryabin K. a Bayev A.: Organization of loach ribosomal genes (Misgurnus fossilis L.), Mol. Biol. Rep. [online], 1982, 8, [cit. 3.8.2016], s. 143–148. Dostupné na: https://link.springer.com/article/10.1007/BF00777241

Kupriyanova N.S.: Conservation and Variation of Ribosomal DNA in Eukaryotes. Molecular Biology [online], 2000, 34, [cit. 18.7.2016], s. 637—647. Dostupné na: https://link.springer.com/article/10.1007/BF02759600

La Volpe A., Simeone A., D’Esposito M., Scotto L., Fidanza V., de Falco A. a Bonicelli E.: Molecular analysis of the heterogeneity region of the human ribosomal spacer. Journal of Molecular Biology 1985. In: Kupriyanova N.S.: Conservation and Variation of Ribosomal DNA in Eukaryotes. Molecular Biology [online], 2000, 34, [cit. 18.7.2016], s. 637—647. Dostupné na: https://link.springer.com/article/10.1007/BF02759600

Lee Z.M., Bussema C. a Schmidt T.M.: rrnDB: documenting the number of rRNA and tRNA genes in bacteria and archaea. Nucleic Acids Research [online], 2009, 37, [cit. 6.2.2017], D489–D493. Dostupné na: https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC2686494/

Leitch I.J., Hanson L., Lim K.Y., Kovařík A., Chase M.W., Clarkson J.J. a Leitch A.R.: The ups and downs of genome size evolution in polyploid species of Nicotiana (Solanaceae). Annals of Botany [online], 2008, 101, [cit. 5.2.2017], s. 805-814. Dostupné na: https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC2710205/

Leitch A.R. a Leitch I.J.: Genomic plasticity and the diversity of polyploid plants. Science [online], 2008, 320, [cit. 5.2.2017], s. 481-483. Dostupné na: http://science.sciencemag.org/content/320/5875/481.long

Lim K., Furuta Y. a Kobayashi I.: Large Variations in Bacterial Ribosomal RNA Genes Molecular Biology and Evolution [online], 2012, 29, [cit. 22.6.2016], s. 2937–2948. doi:10.1093/molbev/mss101 Dostupné na: https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC3457768/

Lima-Filho P.A., Bertollo L.A.C., Cioffi M.B., Costa G.W.W.F. a Molina W.F.: Karyotype divergence and spreading of 5S rDNA sequences between genomes of two species: darter and emerald gobies (Ctenogobius, Gobiidae). Cytogenetic and Genome Research [online], 2014, 142, [cit. 21.10.2014], s. 197-203. Dostupné na: https://www.karger.com/Article/Abstract/360492

Locati M.D., Pagano J.F., Ensink W.A., Van Olst M., Van Leeuwen S., Nehrdich U., Zhu K., Spaink H.P., Girard G., Rauwerda H., Jonker MJ, Dekker R.J. a Jonker, M. J.: Linking maternal and somatic 5S rRNA types with different sequence-specific non-LTR retrotransposons. RNA [online], 2017, 23, [cit. 22.10.2018], s. 446-456. Dostupné na: http://rnajournal.cshlp.org/content/23/4/446.short

Lohe A.R. a Roberts P.A.: An unusual Y chromosome of Drosophila simulans carrying amplified rDNA spacer without rRNA genes. Genetics [online], 1990, 125, [cit. 8.5.2016.], s. 399–406. Dostupné na: https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC1204028/

Long E.O. a Dawid I.B.: Repeated genes in eukaryotes. Annu. Rev. Biochem [online], 1980, 49, [cit. 8.5.2016], s. 727–764. Dostupné na: https://www.annualreviews.org/doi/abs/10.1146/annurev.bi.49.070180.003455

Maggini F., Tucci G., Demartis A., Gelati M.T. a Avanzi S.: Ribosomal RNA genes of Phaseolus coccineus. I. Plant Molecular Biology 1992. In: Yang K., Robin A.H.K., Yi G.E., Lee J., Chung M.Y., Yang T.J. a Nou I.S.: Diversity and Inheritance of Intergenic Spacer Sequences of 45S Ribosomal DNA among Accessions of Brassica oleracea L. var. capitata. International Journal of Molecular Sciences [online], 2015, 16, [cit. 3.5.2017], s. 28783– 28799. Dostupné na: http://doi.org/10.3390/ijms161226125

Mais C., McStay B. a Scheer U.: On the formation of amplified nucleoli during early Xenopus oogenesis. J Struct Biol [online], 2002, 140, [cit. 30.5.2016], s. 214–226. Dostupné na: https://www.sciencedirect.com/science/article/pii/S1047847702005269?via%3Dihub

Maizels N.: Dictyostelium 17S, 25S and 5S. DNA´s lie within s 38,000 base pair repeated unit. Cell 1976. In: Garcia S., Cortés P., Fernàndez X., Garnatje T. a Kovařík A.: Organisation, expression and evolution of rRNA genes in plant genomes. Research Signpost [online], 2016, 37, [cit. 13.1.2018], s. 49-65. Dostupné na: http://diposit.ub.edu/dspace/handle/2445/103608

Mallatt J. a Sullivan J.: 28S and 18S rDNA sequences support the monophyly of lampreys and hagfishes. Molecular Biology and Evolution [online], 1998, 15, [cit.6.5.2017], s. 1706-1718. Dostupné na: https://academic.oup.com/mbe/article/15/12/1706/963106

Maneechot N., Yano C.F., Bertollo L. A.C., Getlekha N., Molina W.F., Ditcharoen S., Tengjaroenkul B., Supiwong W., Tanomtong A. a de Bello Cioffi, M.: Genomic organization of repetitive DNAs highlights chromosomal evolution in the genus Clarias (Clariidae, 69

Siluriformes). Molecular cytogenetics [online], 2016, 9, [cit. 25.2.2016], s. 1-10. Dostupné na: https://molecularcytogenetics.biomedcentral.com/articles/10.1186/s13039-016-0215-2

Mariotto S., Centofante L., Vicari M.R., Artoni R.F. a Moreira-Filho, O.: Chromosomal diversification in ribosomal DNA sites in Ancistrus Kner, 1854 (Loricariidae, Ancistrini) from three hydrographic basins of Mato Grosso, Brazil. Comparative Cytogenetics [online], 2011, 5, [cit. 19.9.2012], s. 289-300. Dostupné na: https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC3833787/

Martinez J.L., Moran P., Garcia-Vazquez S. a Pendas A.M.: Chromosomal localization of major and 5S rRNA genes in the European eel (Anguilla anguilla). Cytogenetics and Cell Genetics. [online], 1996, 73, [cit. 16.10.2014], s. 149–152. Dostupné na: http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/8646885

Martins C. a Galetti P.M.: Conservative distribution of 5S rDNA loci in Schizodon (Pisa, Anastomidae) chromosomes. Chromosome Research. [online], 2000, 85, [cit. 13.9.2012], s. 353–355. Dostupné na: http://link.springer.com/article/10.1023%2FA%3A1009243815280

Martins C., Wasko A.P., Oliveira C. a Wright J.M.: Nucleotide sequence of 5s rDNA and localization of the ribosomal RNA genes to metaphase chromosomes of the Tilapiine cichlid fish, Oreochromis niloticus. Hereditas [online], 2000, 133, [cit. 20.6.2016], s. 39-46. Dostupné na: https://onlinelibrary.wiley.com/doi/abs/10.1111/j.1601-5223.2000.00039.x

Martins C. a Galetti P.M.: Organization of 5S rDNA in species of the fish Leporinus: two different genomic locations are characterized by distinct nontranscribed spacers. Genome [online], 2001, 44, [cit. 22.6.2016], s. 903–910. Dostupné na: https://link.springer.com/article/10.1023/A:1013799516717

Martins C., Oliveira C., Wasko A. a Wright J.M.: Physical mapping of the Nile tilapia (Oreochromis niloticus) genome by fluorescent in situ hybridization of repetitive DNAs to metaphase chromosomes—a review. Aquaculture [online], 2004, 231, [cit. 24.9.2012], s. 37– 49. Dostupné na: https://www.sciencedirect.com/science/article/pii/S0044848603005532

Marx A., Backes C., Meese E., Lenhof H.P. a Keller A.: EDISON-WMW: Exact Dynamic Programing Solution of the Wilcoxon–Mann–Whitney Test. Genomics Proteomics Bioinformatics [online], 2016, 14, s. 55-61. Dostupné na: https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC4792850/

Moran P., Martinez J.L., Garcia-Vasquez E. a Pendas A.M.: Sex linkage of 5S rDNA in rainbow trout (Oncorhynchus mykiss). Cytogenetics and Cell Genetics [online], 1996, 75, [cit. 24.4.2017], s. 145-150. Dostupné na: https://www.karger.com/Article/Pdf/134466

Murray B.G., Friesen N. a HeslopHarrison J.P.: Molecular cytogenetic analysis of Podocarpus and comparison with other gymnosperm species. Annals of Botany [online], 2002, 89, [cit. 3.2.2017], 483-489. Dostupné na: https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC4233865/

Nanamiya H., Sato M., Masuda K., Sato M., Wada T., Suzuki S., Natori Y., Katano M., Akanuma G. a Kawamura F.: Bacillus subtilis mutants harbouring a single copy of the rRNA operon exhibit severe defects in growth and sporulation. Microbiology [online], 2010, 156, [cit. 2.5.2017], s. 2944–2952. Dostupné na: http://mic.microbiologyresearch.org/content/journal/micro/10.1099/mic.0.035295-0#tab2

NCBI [online], National Center for Biotechnology Information. Dostupné na: https://www.ncbi.nlm.nih.gov/

Nederby-Nielsen J., Hallenberg C., Frederiksen S., Sorensen P.D. a Lomholt B.: Transcription of human 5S rRNA genes is influenced by an upstream DNA sequence. Nucleic Acids Research [online], 1993, 21, [cit. 2.5.2017], s. 3631-3636. Dostupné na: https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC309857/

Nosek J., Kosa P. a Tomaska L.: On the origin of telomeres: a glimpse at the pre-telomerase world. Bioessays [online], 2006, 28, [cit. 6.6.2018], s. 182–190. Dostupné na: https://onlinelibrary.wiley.com/doi/full/10.1002/bies.20355

Oliveira C., Foresti F. a Hilsdorf A.W.S.: Genetics of neotropical fish: from chromosomes to populations. Fish Physiology and Biochemistry [online], 2009, 35, [cit. 4.9.2018], s. 81-100. Dostupné na: https://link.springer.com/article/10.1007%2Fs10695-008-9250-1

Paredes S., Branco A.T., Hartl D.L., Maggert K.A. a Lemos B.: Ribosomal DNA Deletions Modulate Genome-Wide Gene Expression: ‘‘rDNA–Sensitive’’ Genes and Natural Variation. PLoS Genetics [online], 2011, 7, [cit. 22.6.2016], e1001376. Dostupné na: https://journals.plos.org/plosgenetics/article?id=10.1371/journal.pgen.1001376

Park P.U., Defossez P.A. a Guarente L.: Effects of mutations in DNA repair genes on formation of ribosomal DNA circles and life span in Saccharomyces cerevisiae. Molecular and Cellular Biology [online], 1999, 15, [cit. 6.6.2017], s. 3848–3856. Dostupné na: https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC84236/

Parks M.M., Kurylo C.M., Dass R.A., Bojmar L., Lyden D., Vincent C.T. a Blanchard S.C.: Variant ribosomal RNA alleles are conserved and exhibit tissue-specific expression. Science Advances [online], 2018, 4, [cit. 10.4.2018], eaao0665. Dostupné na: http://advances.sciencemag.org/content/4/2/eaao0665

Pasero P., Bensimon A. a Schow E.: Single-molecule analysis reveals clustering and epigenetic regulation of replication origins at the yeast rDNA locus. Genes & Development 2002. In: Kobayashi T.: Ribosomal RNA gene repeats, their stability and cellular senescence. Proceedings of the Japan Academy, Ser. B [online], 2014, 90, [cit. 19.7.2016], s. 119-129. Dostupné na: https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC4055705/

Pedrosa-Harand A., De Almeida C.C.S., Mosiolek M., Blair M.W., Schweizer D. a Guerra M.: Extensive ribosomal DNA amplification during Andean common bean (Phaseolus vulgaris L.) evolution. Theoretical and Applied Genetics [online], 2006, 112, [cit. 2.3.2018], s. 924–933. Dostupné na: https://link.springer.com/article/10.1007/s00122-005-0196-8

Pendás A.M., Móran P., Freije J.P. a Garcia-Vásquez E.: Chromosomal location and nucleotide sequence of two tandem repeats of the Atlantic salmon 5S rDNA. Cytogenetics and Cell Genetics [online], 1994, 67, [cit. 27.10.2014], s. 31-36. Dostupné na: https://www.karger.com/Article/Pdf/133792

Peres W.A.M., Bertollo L.A.C. a Filho O.M.: Physical mapping of the 18S and 5S ribosomal genes in nine Characidae species (Teleostei, Characiformes). Genetics and Molecular Biology [online], 2008, 31, [cit. 20.5.2014], s. 222-226. Dostupné na: http://www.scielo.br/scielo.php?script=sci_arttext&pid=S1415-47572008000200009

Perina A., Seoane D., Gonzalez-Tizon A.M., Rodriguez-Farina F. a Martinez-Lage A.: Molecular organization and phylogenetic analysis of 5S rDNA in crustaceans of the genus Pollicipes reveal birth-and-death evolution and strong purifying selection. BMC Evolutionary Biology [online], 2011, 11, [cit. 4.8.2016], 304. Dostupné na: https://bmcevolbiol.biomedcentral.com/articles/10.1186/1471-2148-11-304

Phillips R.B. a Reed K.M.: Application of fluorescence in situ hybridization (FISH) techniques to fish genetics: a review. Aquaculture [online], 1996, 140, [cit. 3.5.2016], s. 197-216. Dostupné na: https://www.sciencedirect.com/science/article/pii/0044848695011404

Pinhal D., Araki C., Gadig O. B.F. a Martins C.: Molecular organization of 5S rDNA in sharks of the genus Rhizoprionodon: insights into the evolutionary dynamics of 5S rDNA in vertebrate genomes. Genetics Research [online], 2009 91, [cit. 22.6.2016], s. 61–72. Dostupné na: https://www.cambridge.org/core/journals/genetics-research/article/molecular-organization-of- 5s-rdna-in-sharks-of-the-genus-rhizoprionodon-insights-into-the-evolutionary-dynamics-of-5s- rdna-in-vertebrate-genomes/21E477014AF4218C0C786A9450B09898

Pires J.C., Lim K.Y., Kovařík A., Matyášek R., Boyd A., Leitch A.R., Leitch I.J., Bennett M.D., Soltis P.S. a Soltis D.E.: Molecular cytogenetic analysis of recently evolved Tragopogon (Asteraceae) allopolyploids reveal a karyotype as additive of the diploid progenitors. American Journal of Botany [online], 2004, 91, [cit. 5.6.2018], 1022. Dostupné na: https://onlinelibrary.wiley.com/doi/10.3732/ajb.91.7.1022

Poole A.M., Kobayashi T. a Ganley A.R.: A positive role for yeast extrachromosomal rDNA circles? Extrachromosomal ribosomal DNA circle accumulation during the retrograde responsemay suppressmitochondrial cheats in yeast through the action of TAR1. Bioessays [online], 2012, 34, [cit. 2.3.2018], s. 725–729. Dostupné na: https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC3563013/

Porter C. A., Haiduk M.W. a de Queiroz K.: Evolution and phylogenetic significance of ribosomal gene location in chromosomes of squamate reptiles. Copeia [online], 2014, [cit. 1.3.2016], s. 302-313. Dostupné na: https://www.jstor.org/stable/1446980?seq=1#page_scan_tab_contents

Proux-Wéra E., Byrne K.P. a Wolfe K.H.: Evolutionary Mobility of the Ribosomal DNA Array in Yeasts. Genome Biology and Evolution [online], 2013, 5, [cit. 22.6.2016], s. 525–531. Dostupné na: https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC3622299/

Pruesse E., Peplies J. a Glöckner F.O.: SINA: Accurate high-throughput multiple sequence alignment of ribosomal RNA genes. Bioinformatics [online], 2012, 28, [cit. 3.5.2018], s. 1823- 1829. Dostupné na: https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC3389763/

Pinhal D., Yoshimura T.S., Araki C. a Martins C.: The 5S rDNA family evolves through concerted and birth-and-death evolution in fish genomes: an example from freshwater stingrays. BMC Evolutionary Biology 2011. In: Barman A.S., Singh M., Singh R.K. a Lal K.K.: Evidence of birth-and-death evolution of 5S rRNA gene in Channa species (Teleostei, Perciformes). Genetica [online], 2016, 144, [cit. 17.1.2017], s. 723–732. Dostupné na: https://link.springer.com/article/10.1007%2Fs10709-016-9938-6

Quast C., Pruesse E., Yilmaz P., Gerken J., Schweer T., Yarza P., Peplies J. a Glöckner F.O.: The SILVA ribosomal RNA gene database project: improved data processing and web-based tools. Nucleic Acids Research [online], 2013, 41, [cit. 3.5.2018], s. D590-D596. Dostupné na: https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC3531112/

Raskina O., Barber J.C., Nevo E. a Belyayev A.: Repetitive DNA and chromosomal rearrangements: Speciation-related events in plant genomes. Cytogenetic and Genome Research [online], 2008, 120, [cit. 10.1.2017], s. 351–357. Dostupné na: https://www.karger.com/Article/Abstract/121084

Ravel-Chapuis P., Nicolas P., Nigon V., Neyret O. a Freyssinet G.: Extrachromosomal circular nuclear rDNA in Euglena gracilis. Nucleic Acids Research [online], 1985, 13, [cit. 9.5.2016], s. 7529–7537. Dostupné na: https://academic.oup.com/nar/article- abstract/13/20/7529/2377684?redirectedFrom=fulltext

Rábová M., Ráb P. a Ozouf-Costaz C.: Extensive polymorphism and chromosomal characteristics of ribosomal DNA in a loach fish, Cobitis vardarensis (Ostariophysi, Cobitidae) detected by different banding techniques and fluorescence in situ hybridization (FISH). Genetica [online], 2001, 111, [cit. 23.8.2017], s. 413-422. Dostupné na: https://link.springer.com/article/10.1023/A:1013763903513

Renny-Byfield S. a Wendel J.F.: Doubling down on genomes: polyploidy and crop plants. American Journal of Botany [online], 2014, 101, [cit. 10.1.2017], s. 1711-1725. Dostupné na: https://onlinelibrary.wiley.com/doi/full/10.3732/ajb.1400119

Ribeiro L.F.C. a Fernandez M.A.: Molecular characterization of the 5S ribosomal gene of the Bradysia hygida (Diptera: Sciaridae). Genetica [online], 2004, 122, [cit. 19.2.2018], s. 253– 260. Dostupné na: https://link.springer.com/article/10.1007/s10709-004-1704-5

Ricchetti M., Fairhead C. a Dujon B.: Mitochondrial DNA repairs double-strand breaks in yeast chromosomes. Nature [online], 1999, 402, [cit. 20.6.2017], s. 96–100. Dostupné na: https://www.nature.com/articles/47076

Rice A., Glick L., Abadi S., Einhorn M., Kopelman N.M., Salman-Minkov A., Mayzel J., Chay O. a Mayrose I.: The Chromosome Counts Database (CCDB) – a community resource of plant chromosome numbers. New Phytologist Journals [online], 2015. 206, [cit. 4.8.2018], s. 19- 26. Dostupné na: https://nph.onlinelibrary.wiley.com/doi/full/10.1111/nph.13191 73

Rigden D.J., Fernandez-Suarez X.M. a Galperin M.Y.: The 2016 database issue of Nucleic Acids Research and an updated molecular biology database collection. Nuleid Acids Research [online], 2016. 44, [cit. 23.2.2018], D1-D6. Dostupné na: https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC4702933/

Rigden D.J. a Fernandez-Suarez X.M.: The 2018 Nucleic Acids Research database issue and the online molecular biology database collection. Nuleid Acids Research [online], 2018, 46, [cit. 23.2.2018], D1-D7. Dostupné na: https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC5753253/

Roa F. a Guerra M.: Distribution of 45S rDNA sites in chromosomes of plants: Structural and evolutionary implications. BMC Evolutionary Biology [online], 2012, 12, [cit. 22.12.2017], 225. Dostupné na: https://bmcevolbiol.biomedcentral.com/articles/10.1186/1471-2148-12-225

Roa F. a Guerra M.: Non-random distribution of 5S rDNA sites and its association with 45S rDNA in plant chromosomes. Cytogenetic and Genome Research [online], 2015, 146, [cit. 18.10.2017], 243-249. Dostupné na: https://www.karger.com/Article/Abstract/440930

Rodrigues D.S., Rivera M. a Lourenço L.B.: Molecular organization and chromosomal localization of 5S rDNA in Amazonian Engystomops (Anura, Leiuperidae). BMC Genetics [online], 2012, 13, [cit. 17.9.2012], s. 1-13. Dostupné na: http://www.biomedcentral.com/1471- 2156/13/17/

Röhl R.: The biosynthesis of bacterial ribosomes and its regulation. Naturwissenschaften [online], 1983, 70, [cit. 30.5.2015], s. 288–293. Dostupné na: https://link.springer.com/article/10.1007/BF00404835

Rosato M., Kovařík A., Garilleti R. a Rosselló J. A.: Conserved organisation of 45S rDNA sites and rDNA gene copy number among major clades of early land plants. PloS One [online], 2016, 11, [cit. 30.1.2017], e0162544. Dostupné na: https://journals.plos.org/plosone/article?id=10.1371/journal.pone.0162544

Rubacha A., Summer W., Richter L. a Beckingham K.: Conserved 5´ flank homologies in dipteram 5S RNA genes that would function on ‘A’ form DNA. Nuleid Acids Research [online], 1984, 21, [cit. 3.3.2016], s. 8193–8207. Dostupné na: https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC320298/

RStudio [online]. Dostupné na: www.rstudio.com

Sajdak S.L., Reed K.M. a Phillips R.B.: Intra individual and interspecies variation in the 5S rDNA of coregonid fish. Journal of Molecular Evolution [online], 1998, 46, [cit. 10.9.2012], s. 680–688. Dostupné na: https://eurekamag.com/pdf/008/008906782.pdf

Sakai M., Ohta T., Minoshima S., Kudoh J., Wang Y., de Jong P.J. a Shimizu N.: Human ribosomal RNA gene cluster: identification of the proximal end containing a novel tandem repeat sequence. Genomics 1995. In: Kobayashi T.: Ribosomal RNA gene repeats, their stability and cellular senescence. Proceedings of the Japan Academy, Ser. B [online], 2014, 90,

[cit. 19.7.2016], s. 119-129. Dostupné na: https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC4055705/

Sakai M., Ohta T., Minoshima S., Kudoh J., Wang Y., de Jong P.J. a Shimizu N.: Human ribosomal RNA gene cluster: identification of the proximal end containing a novel tandem repeat sequence. Genomics [online], 1995, 26, [cit. 25.5.2017], s. 521–526. Dostupné na: https://www.sciencedirect.com/science/article/pii/088875439580170Q

Samadashwily G.M., Raca G. a Mirkin S.M.: Trinucleotide repeats affect DNA replication in vivo. Nature Genetics 1997. In: Kobayashi T.: Regulation of ribosomal RNA gene copy number and its role in modulating genome integrity and evolutionary adaptability in yeast. Cellular and Molecular Life Sciences [online], 2011, 68, [cit. 22.6.2016], s. 1395–1403. Dostupné na: https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC3064901/

Santos L.V.R., Foresti F., Wasko A.P., Oliveira C. a Martins C.: Nucleotide sequence, genomic organization and chromosome localization of 5S rDNA in two species of Curimatidae (Teleostei, Characiformes). Genetics and Molecular Biolog [online]. 2006, 29, [cit. 29.9.2016], s.251-256. Dostupné na: http://www.scielo.br/scielo.php?script=sci_arttext&pid=S1415- 47572006000200009&lng=en&nrm=iso

Sardana R., O’Dell M. a Flavell R.B.: Correlation between the size of the intergenic regulatory region, the status of cytosine methylation of rRNA genes and nucleolar expression in wheat. Molecular Genetics and Genomics 1993. In: Yang K., Robin A.H.K., Yi G.E., Lee J., Chung M.Y., Yang T.J. a Nou I.S.: Diversity and Inheritance of Intergenic Spacer Sequences of 45S Ribosomal DNA among Accessions of Brassica oleracea L. var. capitata. International Journal of Molecular Sciences [online], 2015, 16, [cit. 3.5.2017], s. 28783–28799. Dostupné na: http://doi.org/10.3390/ijms161226125

Scacchetti P.C., Pansonato-Alves J.C., Utsunomia R., Oliveira C. a Foresti F.: Karyotypic diversity in four species of the genus Gymnotus Linnaeus, 1758 (Teleostei, Gymnotiformes, Gymnotidae): physical mapping of ribosomal genes and telomeric sequences. Comparative cytogenetics [online], 2011, 5, [cit. 27.9.2012], s. 223-235. Dostupné na: https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC3833780/

Shine J. a Dalgarno L.: Determinant of cistron specificity in bacterial ribosomes. Nature 1975. In: Klappenbach J.A., Dunbar J.M. a Schmidt T.M.: rRNA Operon Copy Number Reflects Ecological Strategies of Bacteria. Applied and environmental microbiology [online], 2000, 66, [cit. 22.6.2018], s. 1328–1333. Dostupné na: https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC91988/

Shishido R., Sano Y. a Fukui K.: Ribosomal DNAs: an exception to the conservation of gene order in rice genomes. Molecular Genetics and Genomics [online], 2000, 263, [cit. 9.10.2017], s. 586–591. Dostupné na: https://link.springer.com/content/pdf/10.1007/s004380051205.pdf

Shoguchi E., Kawashima T. a Nishida-Umehara C., Matsuda Y. a Satoh N.: Molecular cytogenetic characterization of Ciona intestinalis chromosomes. Zoological science [online], 2005, 22, [cit. 11.11.2016], s. 511-516. Dostupné na: http://www.bioone.org/doi/abs/10.2108/zsj.22.511 75

Schmid M.: Chromosome banding in Amphibia: IV. Differentiation of GC- and AT-rich chromosomes regions in Anura. Chromosoma [online], 1980, 77, [cit. 16.8.2016], s. 83-103. Dostupné na: https://link.springer.com/article/10.1007%2FBF00292043

Schmid M. a Guttenbach M.: Evolutionary diversity of reverse (R) fluorescent chromosome bands in vertebrates. Chromosoma [online], 1988, 97, [cit. 10.4.2018], s. 101-114. Dostupné na: https://link.springer.com/article/10.1007/BF00327367

Schneider C.H., Gross M.C., Terencio M.L., Artoni R.F., Vicari M.R., Martins C. a Feldberg E.: Chromosomal evolution of neotropical cichlids: the role of repetitive DNA sequences in the organization and structure of karyotype. Reviews in Fish Biology and Fisheries [online], 2013, 23, [cit. 10.9.2013], s. 201-214. Dostupné na: https://link.springer.com/article/10.1007/s11160-012-9285-3

Schubert I. a Wobus U.: In situ hybridization confirms jumping nucleolus organizing regions in Allium. Chromosoma [online], 1985, 92, [cit. 13.5.2017], s. 143–148. Dostupné na: https://link.springer.com/article/10.1007/BF00328466

Silver T.D., Moore C.E. a Archibald J.M.: Nucleomorph ribosomal DNA and telomere dynamics in chlorarachniophyte algae. Journal of Eukaryotic Microbiology [online], 2010, 57, [cit. 4.2.2017], s. 453–459. Dostupné na: https://onlinelibrary.wiley.com/doi/full/10.1111/j.1550-7408.2010.00511.x

Sinclair D.A. a Guarente L.: Extrachromosomal rDNA circles—a cause of aging in yeast. Cell [online], 1997, 91, [cit. 5.2.2017], s. 1033–1042. Dostupné na: https://www.cell.com/abstract/S0092-8674(00)80493-6?code=cell-site

Singh M., Kumar R., Nagpure N.S., Kushwaha B., Mani I., Chauhan U.K. a Lakra W.S.: Population distribution of 45S and 5S rDNA in golden mahseer, Tor putitora: population- specific FISH marker. Journal of Genetics [online], 2009, 88, [cit. 7.9.2012], s. 315-320. Dostupné na: http://link.springer.com/article/10.1007/s12041-009-0045-7

Sone T., Fujisawa M., Takenaka M., Nakagawa S., Yamaoka S., Sakaida M., Nishiyama R., Yamato K.T., Ohmido N., Fukui K., Fukuzawa H. a Ohyama K.: Bryophyte 5S rDNA was inserted into 45S rDNA repeat units after the divergence from higher land plants. Plant Molecular Biology [online], 1999, 41, [cit. 4.12.2017], 679-685. Dostupné na: https://www.semanticscholar.org/paper/Bryophyte-5S-rDNA-was-inserted-into-45S-rDNA- repeat-Sone-Fujisawa/5537affb1667e262a761a11d269321ffed0a85f3

Sousa A., Barros e Silva A.E., Cuadrado A., Loarce Y., Alves M.V. a Guerra M.: Distribution of 5S and 45S rDNA sites in plants with holokinetic chromosomes and the "chromosome field" hypothesis. Micron [online], 2011, 42, [cit. 5.6.2018], s. 625–631. Dostupné na: https://www.sciencedirect.com/science/article/pii/S0968432811000473?via%3Dihub

Souza L.G.R., Crosa O. a Guerra M.: Karyological circumscription of Ipheion Rafinesque (Gilliesioideae, Alliaceae). Plant Systematics and Evolution [online], 2010, 287, [cit. 6.8.2017], s. 119–127. Dostupné na: https://link.springer.com/article/10.1007/s00606-010-0304-3

Steitz T.A.: A structural understanding of the dynamic ribosome machine. Nature Reviews Molecular Cell Biology [online], 2008, 9, [cit. 3.6.2017], s. 242-253. Dostupné na: https://www.nature.com/articles/nrm2352

Stock D.W. a Whitt G.S.: Evidence from 18S ribosomal RNA sequences that lampreys and hagfishes form a natural group. Science [online], 1992, 257, [cit. 15.2.2018], s. 787-789. Dostupné na: http://science.sciencemag.org/content/257/5071/787.long

Symonová R., Majtánová Z., Sember A., Staaks G.B., Bohlen J., Freyhof J., Rábová M. a Ráb P.: Genome differentiation in a species pair of coregonine fishes: an extremely rapid speciation driven by stress-activated retrotransposons mediating extensive ribosomal DNA multiplications. BMC Evolutionary Biology [online], 2013, 13, [cit. 10.5.2018], 1-11. Dostupné na: http://doi.org/10.1186/1471-2148-13-42.

Symonová R., Ocalewicz K., Kiritiklis L., Delmastro G.B., Pelikánová Š., Garcia S. a Kovařík A.: Higher-order organisation of extremely amplified, potentially functional and massively methylated 5S rDNA in European pikes (Esox sp.). BMC Genomics [online], 2017, 18, [cit. 30.5.2018], 607-619. Dostupné na: https://bmcgenomics.biomedcentral.com/articles/10.1186/s12864-017-3774-7

Szostak J.W. a Wu R.: Unequal crossing over in the ribosomal DNA of Saccharomyces cerevisiae. Nature [online], 1980, 284, [cit. 10.1.2018], s. 426–430. Dostupné na: https://www.nature.com/articles/284426a0

Szymanski M., Zielezinski A. a Karlowski W.M.: 5SRNAdb: an information resource for 5S ribosomal RNAs. Nucleic Acids Research [online], 2016, 44, [cit. 18.2.2014], D180-D183. Dostupné na: https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC4702797/

Takeuchi Y., Horiuchi T. a Kobayashi T.: Transcription-dependent recombination and the role of fork collision in yeast rDNA. Genes & Development 2003. In: Kobayashi T.: Ribosomal RNA gene repeats, their stability and cellular senescence. Proceedings of the Japan Academy, Ser. B [online], 2014, 90, [cit. 19.7.2016], s. 119-129. Dostupné na: https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC4055705/

Tartof K.D.: Evolution of transcribed and spacer sequences in the ribosomal RNA genes of Drosophila. Cell 1979. In: Kupriyanova N.S.: Conservation and Variation of Ribosomal DNA in Eukaryotes. Molecular Biology [online], 2000, 34, [cit. 18.7.2016], s. 637—647. Dostupné na: https://link.springer.com/article/10.1007/BF02759600

Tigano C., Rocco L., Ferrito V., Costagliola D., Pappalardo A. M. a Stinso V.: Chromosomal mapping and molecular characterization of ribosomal RNA genes in Lebias fasciata (Teleostei, Cyprinodontidae). Genetica [online], 2004, 121, [cit. 13.9.2012], s. 95–100. Dostupné na: http://link.springer.com/article/10.1023/B:GENE.0000019931.89458.dc

Tucker S., Vitins A. a Pikaard C.S.: Nucleolar dominance and ribosomal RNA gene silencing. Current Opinion in Cell Biology [online], 2010, 22, [cit. 26.6.2017], s. 351–356. Dostupné na: https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC2912983/

Vahidi H., Purac A., LeBlanc J.M. a Honda B.M.: Characterization of potentially functional 5S rRNA-encoding genes within ribosomal DNA repeats of the nematode Meloidogyne arenaria. Gene [online], 1991, 108, [cit. 15.10.2016], 281. Dostupné na: https://www.sciencedirect.com/science/article/pii/037811199190446I?via%3Dihub

Van Etten R.A., Walberg M.W. a Clayton D.A.: Precise localization and nucleotide sequence of the two mouse mitochondrial rRNA genes and three immediately adjacent novel tRNA genes. Cell [online], 1980, 22, [cit. 20.10.2016], s. 157-70. Dostupné na: https://www.sciencedirect.com/science/article/pii/0092867480901646?via%3Dihub

Vanzela A.L.L., Cuadrado A., Jouve N., Luceño M. a Guerra M.: Multiple locations of the rDNA sites in holocentric chromosomes of Rhynchospora (Cyperaceae). Chromosome Research [online], 1998, 6, [cit. 3.5.2017], s. 345–349. Dostupné na: https://link.springer.com/article/10.1023/A:1009279912631

Vicari M.R., Artoni R.F., Moreira-Filho O. a Bertollo L.A.C.: Colocalization of repetitive DNAs and silencing of major rRNA genes. A case report of the fish Astyanax janeiroensis. Cytogenetic and Genome Research [online], 2008, 122, [cit. 6.2.2014], s. 67-72. Dostupné na: https://www.karger.com/Article/Abstract/151318

Vitelli L., Batistoni R., Andronico F., Nardi I. a Barsacchi-Pilone G.: Chromosomal localization of 18S+ 28S and 5S ribosomal RNA genes in evolutionarily diverse anuran amphibians. Chromosoma [online], 1982, 84, [cit. 11.11.2016], s. 475-491. Dostupné na: https://link.springer.com/article/10.1007/BF00292849

Vitales D., D'Ambrosio U., Gálvez F., Kovařík A. a Garcia S.: Third release of the plant rDNA database with updated content and information on telomere composition and sequenced plant genomes. Plant Systematics and Evolution [online], 2017, 303, [cit. 5.8.2018], s. 1115–1121. Dostupné na: https://link.springer.com/article/10.1007/s00606-017-1440-9

Wasko A.P., Martins C., Wright J.M. a Galetti P.M.: Molecular organization of 5S rDNA in fishes of genus Brycon. Genome [online], 2001, 44, [cit. 10.9.2012], s. 893–902. Dostupné na: http://www.nrcresearchpress.com/doi/abs/10.1139/g01-067#.UyGzLi6x6M8

Wang W., Ma L., Becher H., Garcia S., Kovaříková A., Leitch I.J., Leitch A.R. a Kovařík, A.: Astonishing 35S rDNA diversity in the gymnosperm species Cycas revoluta Thunb. Chromosoma [online], 2016, 125, [cit. 15.10.2017], s. 683-699. Dostupné na: https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC5023732/

Warner J.R.: The economics of ribosome biosynthesis in yeast. Trends in Biochemical Sciences 1999. In: Kobayashi T.: Regulation of ribosomal RNA gene copy number and its role in modulating genome integrity and evolutionary adaptability in yeast. Cellular and Molecular Life Sciences [online], 2011, 68, [cit. 22.6.2016], s. 1395–1403. Dostupné na: https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC3064901/

Wicke S., Costa A., Muñoz J. a Quandt D.: Restless 5S: the re-arrangement(s) and evolution of the nuclear ribosomal DNA in land plants. Molecular Phylogenetics and Evolution [online],

2011, 61, [cit. 3.5.2017], s. 321-332. Dostupné na: https://www.sciencedirect.com/science/article/pii/S1055790311003125?via%3Dihub

Wikispecies [online]. Dostupné na: https://species.wikimedia.org/wiki/Main_Page)

Wren J.D. a Bateman A.: Databases, data tombs and dust in the wind. Bioinformatics [online], 2008. 24, [cit. 4.2.2018], s. 2127–2128. Dostupné na: https://academic.oup.com/bioinformatics/article/24/19/2127/249239

Wuyts J., Perriere G. a Van De Peer Y.: The European ribosomal RNA database. Nucleic Acids Research [online], 2004, 32, [cit. 12.6.2018], D101-D103. Dostupné na: https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC308799/

Yang K., Robin A.H.K., Yi G.E., Lee J., Chung M.Y., Yang T.J. a Nou I.S.: Diversity and Inheritance of Intergenic Spacer Sequences of 45S Ribosomal DNA among Accessions of Brassica oleracea L. var. capitata. International Journal of Molecular Sciences [online], 2015, 16, [cit. 3.5.2017], s. 28783–28799. Dostupné na: http://doi.org/10.3390/ijms161226125

Zamb T.J. a Petes T.D.: Analysis of the junction between ribosomal RNA genes and single- copy chromosomal sequences in the yeast Saccharomyces cerevisiae. Cell 1982. In: Eickbush T.H. a Eickbush D.G.: Finely Orchestrated Movements: Evolution of the Ribosomal RNA Genes. Genetics [online], 2007, 175, [cit. 22.6.2016], s. 477–485. Dostupné na: http://www.genetics.org/content/175/2/477

Zicha O. (ed.) (1999-2019) BioLib [online]. Dostupné na: http://www.biolib.cz

Zufall R.A., Robinson T. a Katz L.A.: Evolution of Developmentally Regulated Genome Rearrangements in Eukaryotes. Journal of experimental zoology [online], 2005, 304B, [cit. 18.7.2016], s. 448–455. Dostupné na: https://onlinelibrary.wiley.com/doi/abs/10.1002/jez.b.21056

Zuriaga M.A., Mas-Coma S. a Bargues M.D.: A nuclear ribosomal DNA pseudogene in triatomines opens a new research field of fundamental and applied implications in Chagas disease. Memórias do Instituto Oswaldo Cruz [online], 2015, 110, [cit. 2.2.2018], s. 353-362. Dostupné na: https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC4489472/

Příloha 1

Databázová tabulka v programu Excel.

Příloha 2

Publikace: Evolutionary trends in animal ribosomal DNA loci: introduction to a new online database