INSTITUTO NACIONAL DE PESQUISAS DA AMAZÔNIA - INPA PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM GENÉTICA, CONSERVAÇÃO E BIOLOGIA EVOLUTIVA.

DISTRIBUIÇÃO E DIVERSIDADE FILOGENÉTICA DE LAGARTOS DA AMAZÔNIA BRASILEIRA

DEYLA PAULA DE OLIVEIRA

Manaus - Amazonas Maio de 2015

DEYLA PAULA DE OLIVEIRA

DISTRIBUIÇÃO E DIVERSIDADE FILOGENÉTICA DE LAGARTOS DA

AMAZÔNIA BRASILEIRA

ORIENTADOR: Ph.D Tomas Hrbek

Tese apresentada ao Programa de Pós - graduação em Genética, Conservação e Biologia Evolutiva do Instituto Nacional de Pesquisas da Amazônia, como parte dos requisitos para a obtenção do título de Doutor em Genética, Conservação e Biologia Evolutiva.

Manaus - Amazonas Maio de 2015

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FICHA CATALOGRÁFICA

(Catalogação realizada pela Biblioteca do Instituto Nacional de Pesquisas da Amazônia - INPA)

O48 Oliveira, Deyla Paula de Distribuição e diversidade filogenética de lagartos da Amazônia brasileira / Deyla Paula de Oliveira. --- Manaus: [s.n.], 2015. 230 p. : il.

Tese (Doutorado) --- INPA, Manaus, 2015. Orientador: Tomas Hrbek. Área de concentração : Genética, Conservação e Biologia Evolutiva.

1. Lagartos. 2. Filogenética. I. Título.

CDD 597.95

1. Comunidade-Filogenética. 2. Diversidade genética. 3. Lagartos Amazônicos. I. Título

SINOPSE

Foram inventariadas seis áreas na Amazônia brasileira e quantificado a estrutura

filogenética dessas seis comunidades inventariadas; analisado as divergências genéticas das espécies de lagartos de 22 localidades por meio do DNA barcode (gene CO1) e inferido as divergências genéticas das espécies Plica plica e Plica umbra com os genes mitocondriais CO1, 16S rRNA e um gene nuclear (PRLR). Os resultados obtidos permitiram entender a distribuição e a diversidade filogenética de 54 espécies de

lagartos da Amazônia brasileira e contribuiram para o conhecimento da biodiversidade

do grupo foco do estudo

Palavras-chave: Amazônia, Diversidade filogenética, Lagartos

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Dedico este trabalho...

Ao meu pai, Raimundo Mendes de Oliveira e minha mãe Leila Maria Oliveira Mendes. Essa tese não seria possível sem toda a educação, caráter e persistência proporcionada por vocês!

À minha pequena cidade natal, Alvorada- Tocantins.

À Amazônia e sua rica biodiversidade.

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Meus agradecimentos...

É exatamente disso que a vida é feita, de momentos, momentos que temos que passar, sendo bons ou ruins, para o nosso próprio aprendizado, nunca esquecendo o mais importante: nada nessa vida é por acaso, absolutamente nada. Por isso, temos que nos preocupar em fazer a nossa parte da melhor forma possível. A vida nem sempre segue a nossa vontade, mas ela é perfeita naquilo que tem que ser (Chico Xavier). O doutorado não foi uma etapa fácil, agradável em alguns momentos, porém muito proveitosa e uma fase de muito aprendizado e principalmente de muito crescimento pessoal. Esse sonho não teria se tornado realidade sem a ajuda de algumas pessoas, por isso gostaria de agradecer em especial... Primeiramente ao nosso criador, Deus; Aos meus pais Raimundo e Leila, irmãos Ana Paula e Douglas e minha querida sobrinha Raíssa. Minha família é meu porto seguro. Indiretamente essa conquista também é deles; A todos os meus professores (do ensino fundamental ao doutorado) pela bagagem de conhecimento que me foi repassado. Gostaria de agradecer especialmente a professora Maria do Socorro Souza por ter me mostrado o fascinante mundo dos livros e da literatura, minha segunda paixão. De coração, muito obrigada. Considero todos vocês guerreiros, pois ser professor no Brasil não é uma tarefa fácil e vocês brilhantemente excercem essa linda profissão que é a docência; Aos meus dois primeiros pais na pesquisa, Ricardo José Gunski, pela oportunidade da monitoria na disciplina Biologia Molecular na graduação e Waldesse Piragé de Oliveira Júnior pelos primeiros ensinamentos e encaminhamentos nesse fascinamente mundo da Genética Molecular ; Ao orientador Tomas Hrbek, pela orientação, pelos ensinamentos/sugestões, perfeccionismo e pela confiança em mim depositada nesses sete anos de trabalho em conjunto. Muito obrigada! À Izeni Pires Farias, pelas imensas oportunidades, pelos direcionamentos em muitos momentos e pelos “puxões de orelha”; Ao Instituto Nacional de Pesquisas da Amazônia (INPA) e aos professores do Programa de Pós-graduação em Genética, Conservação e Biologia Evolutiva (GCBEv),

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pela oportunidade desse aperfeiçoamento; Aos colegas do laboratório de Evolução e Genética Animal (LEGAL), pela ajuda e pelos momentos de convivência no dia-a-dia do laboratório; Ao técnico do LEGAL Adriano Cantuária pela ajuda com as extrações dos DNAs; À Maria da Conceição Freitas dos Santos (Concy) pela atenção, ajuda, amizade e pela oportunidade em acompanhá-la no Estágio Docência na Universidade do Estado do Amazonas (UEA); Aos vários amigos que fiz em Manaus pelas alegrias e tristezas compartilhadas, em especial ao meu grande amigo e porto seguro aqui em Manaus, Edson Júnior do Carmo (o “ negão de tirar o chapéu ”). Meu amigo querido que levarei para sempre em meu coração; Aos amigos que carinhosamente dispuseram um tempinho e fizeram as correções no plano, resumos, manuscritos e na versão inicial da tese: Carlos Faresin (Cacá), Cleuton Miranda, Fábio Muniz (Fabinho), Fabíola da Costa Rodrigues (FCR), João Paulo Barreira de Sousa Segundo, Joiciane Farias (Joice), Julio do Vale, Maria Doris Escobar Lizarazo, Patrik Ferreira Viana (meu primo), Sérgio Marques (Bogão) e Vinicius Carvalho; Aos amigos que me ajudaram com alguma das análises, gráficos e mapas, Ana Paula Costa de Carvalho (Aninha), Elivânia dos Santos Reis (Vaninha), Elciomar Oliveira, Emanuell Duarte Ribeiro, Fabricio Baccaro, Jessica Motta de Sousa, Juan Miguel Ruiz Ovalle; Aos amigos e colegas que fiz nos cursos de inglês e espanhol, nas academias, nos supermecados, bares, shoppings, pontos de ônibus, etc. Com vocês eu pude aprender um pouco mais sobre a cultura local e vocês também me proporcionaram que eu saísse um pouco desse mundo científico e não “pirasse” por completo; Aos amigos Fabiano Waldez, Patrik Ferreira Viana, Priscila Azarak, Sérgio Marques (Bogão), Vinicius Carvalho, por ceder tecidos de lagartos de várias localidades da Amazônia brasileira; À Coordenação de Aperfeiçoamento de Pessoal de Nível Superior (CAPES) (n° proc. 12002011) pela concessão da bolsa de doutorado; Ao projeto de pesquisa Sisbiota/Rede - BioPHAM pela oportunidade da coleta das amostras de lagartos em seis localidades da Amazônia brasileira; Ao CNPq (n° proc. 563348/2010) e FAPEAM (021/2011 - Universal Amazonas pelo financiamento do projeto de pesquisa.

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Certeza De tudo, ficaram três coisas: a certeza de que estava sempre começando, a certeza de que era preciso continuar e a certeza de que seria interrompido antes de terminar. Fazer da interrupção um caminho novo, da queda um passo de dança, do medo uma escada, do sonho uma ponte, da procura um encontro...” “das dificuldades, um desafio” Fernando Sabino

Cada fracasso ensina ao homem algo que ele precisava aprender.... Charles Dickens

Era uma menina do interior que sonhava alto, sonhava crescer, aprender sempre e sempre e que desde criança se interessava pelos animais e achava o máximo a pesquisa científica... (D.P.O).

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RESUMO

Métodos para quantificar o esforço amostral, estimar as relações filogenéticas e as divergências genéticas das espécies têm permitindo entender os processos evolutivos e históricos envolvidos na estruturação das comunidades e na diferenciação entre as espécies. Focando em lagartos, esta tese teve como objetivo investigar os seguintes temas: (1) a quantificação do esforço amostral das coletas realizadas em seis localidades da Amazônia brasileira; (2) inferir a estrutura filogenética dessas seis comunidades de lagartos usando dados gerados a partir do DNA barcode (gene mitocondrial COI); (3) gerar dados de distâncias genéticas dentro e entre as espécies de lagartos de 22 localidades da Amazônia brasileira por meio de DNA barcode e (4) avaliar a divergência genética para taxa chaves (Plica plica e P. umbra) a partir do DNA barcode, 16S rRNA, e do marcador nuclear PRLR. A tese está organizada em cinco capítulos experimentais, bem como uma introdução geral. Capítulos 1 a 5 são organizadas sob a forma de artigos científicos. No capítulo I foi quantificado o esforço de amostragem de lagartos inventariados em um único local e posteriormente no capítulo II em seis locais na Amazônia brasileira. No Capítulo III foram utilizadas amostras de DNA de espécies de lagartos nas seis áreas inventariadas na Amazônia brasileira para avaliar a estrutura filogenética das comunidades com base numa árvore gerada com o marcador mitocondrial CO1. No Capítulo IV, um banco de dados CO1 para 54 espécies de lagartos de 22 locais na Amazônia brasileira foi estabelecida. No Capítulo V, inferiu-se a diversidade intra e interespecífica de duas espécies de lagartos Plica (Plica plica e Plica umbra) com o uso dos marcadores mitocondriais CO1, 16S rRNA e um gene nuclear (receptor de prolactina - PRLR). A riqueza das espécies inventariadas nas seis localidades foi similar ao encontrado em outros inventários realizados em áreas da bacia Amazônica. A amostragem foi representativa da riqueza de espécies esperada para cada área inventariada, com o encontro de espécies comuns, com ampla distribuição pela bacia Amazônica e espécies com distribuição mais restrita a certas áreas e ambientes. O DNA barcode permitiu conhecer a distribuição da diversidade genética de 54 espécies de lagartos amazônicos. Encontrada alta divergência intraespecífica e delimitação em mais do que uma entidade evolutiva em 34 espécies. Sendo assim, pressume-se que a diversidade das espécies de lagartos encontra-se subestimada. Plica plica e Plica umbra compreendem mais do que uma entidade evolutiva distinta estruturada através da paisagem amazônica e as linhagens encontradas para ambas

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as espécies são em grande parte concordantes com a formação hipotética das áreas de endemismo propostas para a Amazônia brasileira.

Palavras-chaves: Amazônia, diversidade genética, DNA mitocondrial e nuclear, estrutura filogenética, lagartos.

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ABSTRACT

Methods to quantify sampling effort and estimate phylogenetic relationships and genetic divergences of have allowed a better understanding of the evolutionary and historical processes involved in community structuring and differentiation between species. Focussing on , this thesis aims to investigate these themes by: (1) quantifying sampling effort of collections made across six locations in the Brazilian Amazon; (2) inferring the phylogenetic structure these six communities of lizards using data generated from the DNA barcodes (mitochondrial gene COI); (3) generating genetic distances within and between species at 22 locations in the Brazilian Amazon through DNA barcoding; and (4) assessing genetic divergences for key taxa (Plica plica and P. umbra) from DNA barcodes, 16S rRNA, and the nuclear PRLR marker. The thesis is organized into five experimental chapters, as well as a general introduction. Chapters one to five are organized in the form of scientific articles. In Chapter I, we quantified the sampling efforts of inventoried lizards in one location , and subsequently in II, at six locations in the Brazilian Amazon. In Chapter III, we used DNA samples of species of lizards in the six scheduled areas of the Brazilian Amazon to assess the phylogenetic structure of the communities with based on a tree generated with the mitochondrial marker CO1. In Chapter IV an CO1 database for 54 species of lizards of 22 locations in the Brazilian Amazon has been established. In Chapter V, it was inferred intra- and interspecific diversity of two species of Plica lizards (Plica plica and Plica umbra) with the use of mitochondrial markers CO1, 16S rRNA and a nuclear gene (prolactin receptor - PRLR). Our results offer an overview of the lizards of the Brazilian Amazon and contributes to an increased knowledge of the group in terms of their genetic and spatial diversity. The richness of species inventoried in the six locations was similar to that found in other inventoried conducted in areas of the Amazon basin. The sample was representative of the richness of expected species inventoried for each area, with the encounter of common species, widely distributed by the Amazon basin and species with more restricted distribution to certain areas and environments. The DNA barcode allowed to know the distribution of the genetic diversity of 54 species of Amazonian lizards. Found intraspecific divergence and high definition of more than one entity 34 evolutionary species. Thus, it assumes that the diversity of lizards is underestimated. Plica plica and Plica umbra comprise more than a distinct evolutionary entity structured through the Amazonian

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landscape and the lineages found for both species are largely consistent with the hypothetical formation of areas of endemism proposals for the Brazilian Amazon.

Key words: Amazon, genetic diversity, Mitochondrial and nuclear DNA, phylogenetic structure, lizards.

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SUMÁRIO

1. INTRODUÇÃO GERAL...... 17 1.1. Diversidade de lagartos...... 17 1.2. Padrões de diversificação dos vertebrados na Amazônia...... 20 1.3. Entendimento dos padrões da biodiversidade...... 17 1.4. Marcadores moleculares como ferramenta para o conhecimento dos padrões e diversidade genética das espécies...... 22 2. OBJETIVOS...... 28 3. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS...... 29 CAPÍTULO I - ARTIGO I...... 42 CAPÍTULO II - ARTIGO II...... 64 CAPÍTULO III - ARTIGO III...... 99 CAPÍTULO IV - ARTIGO IV...... 125 CAPÍTULO V - ARTIGO V...... 186 3. CONCLUSÃO GERAL...... 222 ANEXO I...... 223

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LISTA DE TABELAS

CAPÍTULO I Tabela 1. Espécies de lagartos registradas na área de estudo e comparação da fauna de lagartos do rio Jatapú com sete áreas da Amazônia brasileira, localizada no Escudo Cristalino das Guiana...... 56 CAPÍTULO II Tabela 1. Espécies de lagartos registradas nas seis áreas invetariadas...... 91 Tabela 2. Valores calculados dos estimadores de riqueza Jacknife2, Chao 2 e ICE, com base nas amostragens feitas nas seis comunidades...... 98 CAPÍTULO III Tabela 1. Nome e referência das seqüencias dos primers usados na amplificação e sequenciamento utilizados no presente estudo...... 119 Tabela 2. Espécimes de lagartos analisados no estudo...... 120 Tabela 3. Valores da diversidade filogenética de Faith’s (PD) e da riqueza de espécies (RE) para as seis comunidades analisadas...... 108 Tabela 4. Valores observados de MPD nas seis comunidades de lagartos analisadas...... 109 Tabela 5. Valores observados de MNTD nas seis comunidades de lagartos analisadas...110 CAPÍTULO IV Tabela 1. Espécimes de lagartos analisados no estudo...... 146 Tabela 2. Espécies de lagartos registradas nas 22 áreas de coleta...... 167 Tabela 3. Nome e referência das sequências dos primers usados na amplificação e sequenciamento utilizados no presente estudo...... 172 Tabela 4. Porcentagem média da distância intraespecífica (K2P) para todos os táxons de lagartos representados por mais de um espécime...... 173 Tabela 5. Porcentagem média da distância interespecífica (K2P) entre os genêros de lagartos amazônicos representados por mais que uma espécie...... 174 Tabela 6. Número das linhagens biológicas encontradas para cada espécie...... 176 CAPÍTULO V Tabela 1. As amostras de Plica plica e Plica umbra analisadas neste estudo...... 211 Tabela 2. Localização das áreas de endemismo da Amazônia mostradas na Figura 1...... 215 Tabela 3. Nome, sequências e referências dos primers mitocondriais utilizados na

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amplificação e sequenciamento do presente estudo...... 216

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LISTA DE FIGURAS

INTRODUÇÃO GERAL Figura 1. Áreas de endemismo baseada na distribuição de aves em áreas da Amazônia brasileira...... 19 Figura 2: Esquema do genoma mitocondrial...... 24 CAPÍTULO I Figura 1. Algumas das localidades do Escudo das Guianas citado no texto...... 46 Figura 2. Algumas das espécies de lagartos da área central do rio Jatapú...... 57 Figura 3. Amostragem baseado na curva de rarefação das espécies de lagartos coletados na região central do rio Jatapú...... 58 CAPÍTULO II Figura 1. Mapa das seis áreas inventariadas...... 69 Figura 2. Fotos dos espécimens representativos das seis áreas inventariadas...... 95 Figura 3. Amostragem baseado na curva de rarefação das espécies de lagartos coletadas nas seis áreas inventariadas no presente estudo...... 84 CAPÍTULO III Figura 1. Mapa da bacia Amazônica brasileira, mostrando a localização das seis áreas utilizadas para avaliar a estrutura filogenética das assembléias de lagartos...... 104 Figura 2. Correlação entre a diversidade filogenética de Faith’s (PD) e da riqueza de espécies para as seis comunidades analisadas...... 109 Figura 3. Dendrograma da diversidade β filogenética (Comdist) das seis comunidades de lagartos com base no valor MPD...... 110 Figura 4. Dendrograma da diversidade β filogenética (Comdistnt) das seis comunidades de lagartos com base no valor MNPD...... 111 CAPÍTULO IV Figura 1. Mapa das áreas de amostragem dos lagartos coletados no estudo...... 177 Figura 2. Árvore de máxima verossimilhança a partir das sequências de CO1 mostrando os clados das espécies de lagartos analisadas no estudo...... 179 CAPÍTULO V Figura 1. Amostragem de Plica plica e Plica umbra ao longo da bacia Amazônica...... 191 Figura2. Fotografias de lagartos Plica plica de três localidades da Amazônia brasileira...... 218

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Figura3.Fotografias de lagartos Plica umbra de várias localidades da Amazônia brasileira...... 219 Figura 4. Árvore de máxima verossimilhança a partir das sequências de CO1 mostrando os clados das espécies de Plica analisadas no estudo...... 221

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1. INTRODUÇÃO GERAL

1.1. Diversidade de lagartos

Lagartos são um grupo parafilético de répteis que juntamente com as serpentes e as anfisbenas, compõem o clado (Camargo et al., 2010). A maior diversidade do clado concentra-se no grupo dos lagartos, com 5.987 espécies, distribuídas em 28 famílias (Uetz e Hošek, 2014). Townsend et al. (2011), em uma recente revisão filogenética, propuseram separar as famílias parafiléticas para o gênero Polychrus e para o gênero Anolis. Outras mudanças taxonômicas foram propostas para o grupo de lagartos nos últimos anos, estabelecendo assim, novas famílias (Dactyloidae) (Nicholson et al., 2012), novos gêneros (Chatogekko) (Gamble et al., 2011), (Ameivula, Aurevela, Contomastix e Modopheros) (Harvey et al., 2012) e novas espécies (Plica caribeana, Plica kathleenae, Plica medemi e Plica rayi) (Murphy e Jowers, 2013). Atualmente no Brasil são registradas 248 espécies de lagartos, distribuídas em 14 gêneros e 12 famílias, sendo a família Gymnophtalmidae a mais diversificada, com 87 espécies válidas (Bérnils e Costa, 2012). Para a Amazônia brasileira, aproximadamente 100 espécies são encontradas (Ávila-Pires, 1995, 2007), variando de 12 a 40 espécies por inventários realizados em diferentes localidades (Cunha et al., 1985; Nascimento et al., 1987; Zimmerman e Rodrigues, 1990; Martins, 1991; Vitt et al., 2008; Ávila-Pires et al., 2009; 2010; França e Venâncio, 2010; Ilha e Dixo, 2010; Mendes-Pinto e Souza, 2011; Waldez et al., 2013). Provavelmente a biodiversidade de lagartos na Amazônia brasileira esteja sendo subestimada e espera-se que o número de espécies encontradas nesse bioma aumente à medida que as lacunas de amostragem forem preenchidas (Ávila-Pires et al., 1995; 2007). Geurgas e Rodrigues (2010) detectaram cinco linhagens evolutivas na espécie Chatogekko amazonicus (Andersson, 1918) e representa um exemplo de como a biodiversidade do grupo é subestimada. Embora um certo número de inventários tenha sido realizado com espécies de lagartos amazônicos, o estudo do grupo ainda merece uma atenção especial (Rodrigues e Ávila-Pires, 2005; Peloso et al., 2011). Os inventários são ferramentas importantes, uma vez que permite conhecer a fauna, descobrir novas espécies, revelar áreas endêmicas e os atuais níveis de biodiversidade dos grupos estudados (Lopes, 2000), fornecendo assim, subsídios para pesquisas em diversas áreas, tais como: ecologia,

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sistemática, filogeografia e filogenia e consequentemente permitir entender a história evolutiva e a diferenciação entre as espécies.

1.2. Padrões de diversificação dos vertebrados na Amazônia

Durante as últimas décadas um grande esforço tem sido feito no intuito de entender a alta biodiversidade encontrada na Amazônia brasileira. Isto se deve a diferentes eventos, tais como, a teoria dos refúgios (Haffer, 1969), a formação dos rios e seus afluentes (a hipótese dos rios como barreiras) (Wallace, 1852), a teoria da incursão marinha (Bates, 2001) e o soerguimento dos Andes (Nores, 2004). Provavelmente não haja um único processo que possa explicar toda a diversidade amazônica e sim, um conjunto de fatores distintos que tenha contribuído para a formação dos padrões que se têm hoje (Antonelli et al., 2010). Estudos indicam que a distribuição da fauna Amazônica não ocorre ao acaso e que segue alguns padrões gerais nos quais as espécies estariam distribuídas em determinadas regiões geográficas, conhecidas como áreas de endemismo, delimitadas pelos grandes interflúvios (Silva et al., 2005; Haseyama e Carvalho, 2011). Essas áreas possuem congruência de táxons espacial e filogeneticamente com um conjunto próprio de linhagens e com trajetórias evolutivas diferenciadas (Silva et al., 2005). Os padrões de distribuição das espécies e táxons nessas áreas respondem a uma série de processos que atuaram ao longo do tempo (Haseyama e Carvalho, 2011). Alfred R. Wallace (1852) foi um dos primeiros pesquisadores a detectar que diferentes espécies de primatas estavam confinadas em áreas geográficas isoladas pelos afluentes do rio Amazonas. Cracraft (1985) propôs 33 áreas de endemismo para a Avifauna da América do Sul. Posteriormente, padrões similares foram encontrados em outros grupos, como por exemplo, anfíbios e répteis (Ron, 2000), borboletas (Racheli e Racheli, 2004) e aves (Ribas et al., 2012). As áreas de endemismos estão bem estabelecidas e os seus limites têm sido raramente contestados (Naka, 2011). Silva et al. (2005) reconheceram oito grandes áreas de endemismo para a Amazônia: Guiana, a leste do rio Negro por todo o Escudo das Guianas; Imeri, a oeste do rio Negro e a leste do rio Japurá; Napo, a oeste do rio Japurá e a norte do alto rio Amazonas; Inambari, sul do rio Amazonas e oeste do rio Madeira; Rondônia, leste do rio Madeira e oeste do rio Tapajós; Tapajós, área a leste do rio Tapajós e oeste do rio Xingu; Xingu, região a leste do rio Xingu e oeste do rio

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Tocantins; Belém, área a leste do rio Tocantins. Recentemente, Borges e Silva (2012) propuseram a existência de uma nova área denominada rio Negro devido à presença de uma distinta avifauna no interflúvio Negro/Solimões, totalizando então, nove áreas de endemismo para a Amazônia (Figura 1).

Figura 1. Áreas de endemismo baseada na distribuição de aves em áreas da Amazônia brasileira, conforme Cracraft (1985) e Silva et al. (2005). Fonte: Borges e Silva (2012).

Para lagartos da Amazônia brasileira, Ávila-Pires (1995) propõe uma divisão principal leste-oeste. No estudo de Ávila-Pires (1995) esta divisão se manifesta como a substituição ou distribuição de espécies restritas tanto à parte Ocidental e Oriental da Amazônia. Apesar da detecção de um padrão leste-oeste e/ou Ocidental-Oriental, um padrão único de distribuição geográfica para lagartos Amazônicos, ainda não foi encontrado (Souza et al., 2013). As áreas de endemismo reconhecidas atualmente foram baseadas em estudos de distribuição geográfica dos táxons morfologicamente distintos, sem considerar suas relações evolutivas (Aleixo e Rossetti, 2007). Recentemente, dados moleculares mostraram que as áreas de endemismos propostas para a Amazônia brasileira refletem

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as relações históricas comuns entre as espécies co-distribuídas, como por exemplo em espécies de aves (Fernandes et al., 2012, 2013).

1.3. Entendimento dos padrões da biodiversidade

O entendimento dos padrões e processos que geraram a biodiversidade é essencial para o desenvolvimento de estratégias de conservação e monitoramento (Xu et al., 2008) e tem sido tarefa central em pesquisas básicas e aplicadas (Economo et al., 2015), fornecendo assim, dados para o entendimento da biodiversidade para diversos grupos taxônomicos (Webb, 2000; Webb et al., 2002; Vitt et al., 2003). Frequentemente, as explicações para os principais padrões e processos na distribuição da biodiversidade têm, tradicionalmente, se concentrado apenas em fatores ambientais (Donoghue et al., 2008), como por exemplo, os filtros ambientais e a similaridade limitante (Webb et al., 2002). Os filtros ambientais atuariam como regras de montagem nas comunidades por favorecer a coexistência de espécies mais similares do que se esperaria ao acaso, pois as condições ambientais atuariam como um filtro selecionando e possibilitando a persistência de um espectro relativamente pequeno de traços funcionais das espécies (Funk et al., 2008). Por sua vez, a similaridade limitante assumiria que a coocorrência de espécies somente é possível se as espécies possuíssem características distintas entre si (ou seja, baixa sobreposição de nicho), pois espécies com características similares tenderiam a se excluir devido à competição (Funk et al., 2008). Conforme Webb et al. (2002), comunidades biológicas podem exibir três padrões contrastantes: um padrão do tipo agrupamento filogenético, padrão de dispersão filogenética e um padrão aleatório ou igual ao esperado ao acaso. Em uma comunidade com estrutura filogenética agrupada espera-se encontrar espécies filogeneticamente próximas com altos níveis de coocorrência, e que apresentem o uso similar do nicho ou traços ecológicos (como por exemplo, hábitat, microhábit e dieta) (Cianciaruso et al. 2009; Cavender-Bares et al., 2009), visto que as comunidades seriam estruturadas por filtros ambientais. Deste modo, o conservadorismo do nicho e dos traços ecológicos faz com que as comunidades apresentem uma estrutura filogenética similar e compartilhem uma história evolutiva comum (Webb et al., 2002; Whitfeld et al., 2011). Em contrapartida, para uma comunidade com estrutura filogenética do tipo dispersa (Webb et al., 2002), espera-se que a similaridade limitante constitua a força

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estruturadora e que as espécies estreitamente relacionadas e que têm o uso similar do nicho, sejam localmente excluídas e espécies não relacionadas filogeneticamente que convergiram num uso similar do nicho poderão coexistir, visto que essas espécies não tenderiam a competir fortemente por não serem ecologicamente similares (Webb et al., 2002; Cianciaruso et al. 2009). Finalmente, o padrão de estrutura filogenética seria aleatório quando tanto a similaridade limitante quanto os filtros ambientais operassem simultaneamente (Webb et al., 2002). Porém, com o rápido crescimento do conhecimento filogenético, as taxas de diversificação e os dados biogeográficos, ou seja, os processos históricos, forneceram uma base teórica em um contexto evolutivo para o entendimento dos fatores que geraram a biodiversidade existente (Donoghue et al., 2008), bem como proporcionaram novas percepções sobre os padrões subjacente à estrutura das comunidades de plantas (Baraloto et al., 2012; Hawkins et al., 2014), fungos (Edwards e Zak, 2010); formigas (Smith et al., 2014); abelhas (Harmon-Threatt e Ackerly, 2013); mamíferos (Cardillo et al., 2011; Raia, 2010) e aves (Gómez et al., 2010; Barnagaud et al., 2014). Em lagartos, os primeiros estudos sobre os processos responsáveis pela estrutura das comunidades foram efetuados em regiões áridas, tais como os desertos dos Estados Unidos, Austrália, África e América do Sul (Huey e Pianka, 1981). No Brasil, estudos com comunidades de lagartos foram realizados com comunidades encontradas em restingas (Hatano et al., 2001; Teixeira 2001), áreas de cerrado (Gainsbury e Colli, 2003; Mesquita et al., 2006a; Werneck et al., 2009), savanas amazônicas (Vitt e Zani, 1998; Mesquita et al., 2006b) e na floresta amazônica (Vitt e Caldwell 1994; Vitt et al., 1999; Garda et al., 2013). Basicamente os parâmetros utilizados para explicar a estruturação das comunidades de lagartos nesses trabalhos e áreas, têm sido a dieta, o microhabitat, morfologia e o período de forrageamento. Vitt et al. (1999) analisaram a ecologia de 19 espécies de lagartos amazônicos do rio Curuá-Una, Pará e as evidências mostram que as comunidades de lagartos são estruturadas de acordo com o microhabitat e os tipos de presa (dieta) e que tal estrutura é histórica, ou seja, não é o resultado direto de interações entre as espécies em andamento a nível local. Porém Vitt et al. (1999), salientam que isso não significa necessariamente que as interações locais e a história recente não tenham contribuído com a estruturação desta comunidade, mas reforçam que as interações locais recentes são provavelmente mais fortes entre táxons mais estreitamente relacionados. Lagartos do gênero Anolis do Caribe apresentam caracteres morfológicos que evoluem

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rapidamente quando as espécies interagem, sendo considerados exemplos de que a história recente contribuiu com a estruturação das comunidades do grupo (Losos et al., 1997). Esse padrão é repetido em diferentes ilhas e por diferentes linhagens evolutivas de lagartos Anolis (Losos, 1992). Determinantes históricos na diversificação das comunidades de lagartos de enclaves de cerrado foram abordados por Gainsbury e Colli (2003). Os autores argumentam que a riqueza de espécies de lagartos é menor em ambientes de enclaves de cerrado, em comparação a outras regiões tropicais da América do Sul, em virtude da retração do cerrado ao sul e à expansão da floresta amazônica ao norte, ocasionando extinções e migrações de espécies. Recentemente, Rabosky et al. (2011) utilizaram uma abordagem filogenética para entender como as comunidades de lagartos foram estruturadas, levando em consideração sua história evolutiva. Nesse trabalho, os autores fizeram um comparativo da estrutura filogenética de comunidades e a evolução do nicho em três clados de lagartos do deserto da Austrália, com o uso de filogenias geradas com quatro genes nucleares e dois genes mitocondriais. Lagartos são excelentes organismos modelos para a investigação dos padrões da estrutura filogenética de comunidades e de diversidade filogenética (Camargo et al., 2010), pois apresentam baixa capacidade de dispersão em comparação a outros grupos de vertebrados (ex. aves) (Miralles e Carranza, 2010), são taxonomicamente diversificados (Zhou et al., 2006, Camargo et al., 2010) e relativamente abundantes. Mesmo que o grupo seja considerado modelo para o teste de hipóteses ecológicas e evolutivas em diferentes níveis (populações, comunidades) e em diferentes escalas (espaciais e temporais) (Camargo et al., 2010), informações a respeito dos processos e dos padrões que permitiram a organização e a diversificação na Amazônia brasileira, onde o grupo apresenta elevada diversidade, ainda não é claro. Os fatores ambientais, biogeográficos e evolutivos que determinam as diferenças na estrutura das comunidades de lagartos e sua diversificação na Amazônia brasileira são pouco conhecidos (Neckel- Oliveira e Gordo, 2004). Sendo assim, a inclusão de dados moleculares também é essencial para a compreensão dos processos responsáveis pelos padrões que geraram a atual configuração das comunidades de lagartos na Amazônia brasileira e a diferenciação dentro e entre as espécies.

1.4. Marcadores moleculares como ferramentas para o conhecimento dos padrões e diversidade genética das espécies

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Marcadores moleculares mitocondriais e nucleares têm se tornado uma parte fundamental e uma ferramenta essencial em estudos que visam conhecer os padrões e a diversidade genética das espécies (Avise, 1994). Porém, em sua maioria, estudos genéticos com espécies animais têm focado no DNA mitocondrial (DNAmt) (Zink e Barrowclough, 2008). O genoma mitocondrial apresenta diversas características que fazem dele um marcador amplamente utilizado em trabalhos com vertebrados (Lloyd et al., 2012), por ser uma molécula de fácil amplificação; possuir elevada taxa de mutação, de modo que seus genes codificadores de proteína evoluam a uma taxa de 5 a 10 vezes maior que os genes codificadores de proteínas do DNA nuclear (Simon et al., 2006); alta taxa de evolução, apresentando polimorfismo em nível intraespecífico (Avise, 2000); transmissão em sua maioria materna; ser constituído por uma molécula de DNA circular com aproximadamente 16-20 kpb de tamanho, com conteúdo gênico conservado (apenas 37 genes); estrutura gênica simples (não possui DNA repetitivo, transposons, íntros ou pseudogenes), possuir genes codificadores de duas subunidades ribossômicas (12S e 16S), 22 genes para RNAs transportadores, subunidades 6 e 8 de ATP sintase (ATP6 e ATP8), sete subunidades da NADH desidrogenase (ND1-ND6 e ND4L), uma região rica em A + T (em vertebrados é chamada D-loop) não-codificadora e que parece conter o controle da replicação e transcrição do DNAmt, citocromo b (cytb) e três subunidades da enzima citocromo c oxidase (COI, COII e COIII) (Moritz et al., 1987; Nedbal e Flynn, 1998). Parte do gene mitocondrial citocromo c oxidase subunidade I (COI), com aproximadamente 648 pares de bases (Figura 2), foi proposto por Hebert et al. (2003 a,b), como um sistema universal de identificação e delimitação de espécies animais (Gómez et al., 2007). Essa técnica, conhecida como DNA barcode, é uma iniciativa mundial dedicada a produzir um inventário molecular da biodiversidade mundial (Hebert et al., 2003 a,b).

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Figura 2: Esquema do genoma mitocondrial. A seta indica posição do gene citocromo oxidase subunidade I (COI). Fonte: Barcodes of Life (http://www.barcodinglife.org).

Em 2004, foi criado o ‘‘Consortium for the Barcode of Life’’ (CBOL), por meio do qual surgiu o Barcode of Life Data Systems (BOLD), uma plataforma de bioinformática que integra e suporta todas as fases desde a coleta do espécime até a validação das seqüências de CO1 (Ratnasingham e Hebert, 2007). Posteriomente, diversas iniciativas de projetos globais de barcode focada em grupos específicos estão em andamento: em peixes, o Fish Barcode of Life Initiative (FISH-BOL, www.fishbol.org) (Ward et al., 2009); em tubarões, o Shark Barcode of Life Project (www.sharkbol.org); em aves, All Barcoding Initiative (ABBI, www. barcodingbirds.org) (Kerr et al., 2009), em mamíferos, Mammal Barcode of Life (www. mammaliabol.org) e em anfíbios e répteis, DNA Barconding Amphibians & (COLD CODE, http://www.ibol.org/herps-come-in-from-the-cold/) (Murphy et al., 2013). No Brasil, existe um consórcio de identificação molecular da biodiversidade, o Projeto BrBOL (http://brbol.org/pt-br). Tais projetos servem como banco de dados das sequências geradas com o COI, cujas sequências depositadas permitem indentificar ou descrever espécies (Stech et al., 2013). É importante ressaltar que os dados acerca dos répteis são escassos no BOLD (Pincheira-Donoso et al., 2013) e no COLD, tornando ainda mais importante os esforços no sentido de aumentar o volume de informações de DNA barcode disponíveis para as espécies do grupo. O principal pressuposto para a efetividade do DNA barcode é que a divergência intraespecífica seja consideravelmente menor que a divergência interespecífica, chamado de Barcoding Gap e que a monofilia recíproca seja o principal determinante para a existência deste (Hebert et al., 2003 a,b; Hebert et al., 2004). Grupos que exibem

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um padrão geográfico de monofilia recíproca não compartilham mais nenhum dos haplótipos ancestrais, comportando-se como linhagens evolutivas distintas (Avise et al., 1987). Nesse contexto, para demilitar as espécies/linhagens e verificar a existência do Barcoding Gap, usa-se métodos puros de distância genética, sendo aplicado um limiar “x” (Hebert et al., 2003 a,b). Esse limiar “x” varia muito entre os táxons, podendo variar entre 1% em cnidários a mais de 15% em anelídeos e crustáceos (Hebert et al. 2003 b). Um limiar de 10% foi sugerido como indicativo de espécies crípticas em anfíbios (Vences et al. 2005a). Xia et al. (2012) e Jeong et al. (2013), estabeleceram um limiar de 5% para identificar e delimitar espécies de anfíbios e répteis. Porém, considera-se que o limiar para identificar e diferenciar espécies de anfíbios e répteis ainda é arbitrário e um valor único possa não ser apropriado. Em espécies que sofreram especiação há muito tempo ou espécies em alopatria, as diferenças entre as divergências intra e interespecíficas são bem demarcadas (Crawford et al., 2010). No entanto, espécies que sofreram especiação rápida ou recente, pode não ser possível identificar um limiar entre as divergências inter e intraespecíficas, devido à sobreposição entre os dois valores (Meier et al., 2006). Métodos tradicionais de delimitação das espécies/linhagens baseados apenas em distâncias genéticas entre grupos definidos a priori, não levando em consideração as diferenças do tempo de divergência entre elas, geraram questionamentos quanto a utilidade do DNA barcode na delimitação e identificação das espécies (Vogler et al., 2006). Com isso, uma série de métodos para delimitar as espécies com dados de DNA barcode foram propostos (Pons et al., 2006; Puillandre et al., 2012; Monaghan et al., 2009; Zhang et al. 2013). Dos métodos concebidos para delimitar as espécies/linhagens com dados do DNA barcode, tem-se o Automatic Barcode Gap Discovery Method (ABGD) (Puillandre et al., 2012), o General Mixed Yulecoalescent Method (GYMC) (Pons et al., 2006; Monaghan et al., 2009) e o modelo Poisson Tree Processes (bPTP) (Zhang et al. 2013). O ABGD fornece um algoritmo eficiente que permite particionar o conjunto dos dados das sequência do DNA barcode como grupos de táxons, ou seja, em espécies candidatas ou hipóteses de espécies principais, de acordo com uma série de distâncias potenciais do limiar do Barcode Gap (Puillandre et al., 2012). O método GMYC e bPTP são baseados em um modelo evolutivo dado uma topologia de uma árvore, o que permite diferenciar entre os processos interespecífico (''diversificação'') e intraespecífico (''coalescentes'') dos processos de ramificação das linhagens (Pons et al., 2006;. Monaghan et al., 2009;

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Zhang et al. 2013). O método bPTP, assim como o método GMYC, requer uma árvore totalmente resolvida como entrada para as análises, mas ao contrário GMYC, o bPTP não requer uma árvore ultramétrica para a demilitação objetiva das linhagens (Zhang et al. 2013). O uso de diferentes métodos fornece uma abordagem mais eficiente e permite demilitar as espécies/linhagens com maior robustez (Carstens et al., 2013). Posteriormente, tendo como base os resultados primários, é possível incorporar dados adicionais como: DNA nuclear, morfologia e distribuição geográfica das espécies/linhagens para descrever possíveis espécies novas (Puillandre et al., 2012). O DNA barcode, tem se mostrado bastante efetivo na identificação e delimitação rápida de uma grande variedade de taxa, incluindo gastrópodes (Remigio e Hebert, 2003); crustáceos (Costa et al., 2007); mosquitos (Kumar et al., 2007); aranhas (Greenstone et al., 2005); peixes (Ward et al., 2005; Ardura et al., 2010; Pereira et al., 2013; Paz et al., 2014); anfíbios (Vences et al., 2005 a,b; Crawford et al., 2012); aves (Vilaça et al., 2006; Kerr et al., 2007; Johnsen et al., 2010), morcegos (Clare et al., 2007, 2011), répteis (Nagy et al., 2012; Jeong et al., 2013) e lagartos (Nguyen et al., 2014; Ayala-Varela et al., 2014). Também tem provado ser útil em outras finalidades, incluindo filogenética de comunidades e traços evolutivos (Joly et al., 2013), como por exemplo no entendimento dos processos de distribuição e estrutura filogenética de comunidades de árvores tropicais (Kress et al., 2009, 2010), formigas (Smith et al., 2014), Lepidoptera (Craft et al., 2010) e bactérias (Barberán e Casamayor, 2010). Apesar de todos os benefícios advindos dos estudos com os marcadores mitocondriais, deve-se considerar que o genoma mitocondrial é herdado como uma única unidade, com isso os genes individuais podem não ser considerados como fonte de informações filogenéticas independentes (Townsend et al., 2008). Além do mais, inferências baseadas apenas em um loco podem gerar conclusões incorretas quanto à história evolutiva dos táxons, principalmente devido a dificuldade em distinguir divergência populacional recente, que causa incomplete lineage sorting, de introgressão histórica, na qual o material genético de uma espécie pode entrar no pool gênico de outra através da hibridização (Milá et al., 2011). Sendo assim, é importante a inclusão de dados dos genomas mitocondriais e nucleares em trabalhos de reconstruções filogenéticas, uma vez que o uso de marcadores com locus únicos pode fornecer inferências tendenciosas e simplistas (Funk e Omland, 2003; Townsend et al., 2008). Em função disso, as informações de ambos os genomas, permitem gerar dados filogenéticas mais robustas (Olave et al., 2011), já que o genoma nuclear apresenta

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regulação e organização mais complexa que o genoma mitocondrial e ao contrário do DNA mitocondrial, oferece uma variedade de marcadores independentes, por não estarem ligados (Townsend et al., 2008). O genoma nuclear está organizado em sequências de DNA codificante, com genes de cópia única ou famílias multigênicas, sequências de DNA não codificante (como os íntrons e as regiões reguladoras) e DNA repetitivo” (Townsend et al., 2008). A maioria dos estudos com espécies de lagartos tem utilizado genes do mtDNA como marcadores moleculares, como por exemplo em: Anolis grahami (Jackman et al., 2002), Tarentola mauritanica (Harris et al., 2004), Hemidactylus (Carranza e Arnold, 2006), Thecadactylus (Bergmann e Russell, 2007), Eurolophosaurus (Passoni et al., 2008), Eremias (Guo et al., 2011), Anolis chrysolepis (D’ Angiolella et al., 2011), Plica plica (Murphy e Jowers, 2013), (Torres - Carvajal e Lobos, 2014). Porém, existem estudos que fizeram uso de apenas genes nucleares, como em: (Han et al., 2004) e Iguanídeos (Townsend et al., 2011); e outros que usaram uma combinação de marcadores de ambos os genomas, como em: Hemidactylus (Arnold et al., 2008), Gonatodes (Gamble et al., 2008), Chatogekko amazonicus (Geurgas e Rofrigues, 2010), Atlantolacerta andreanskyi (Barata et al., 2012), Iphisa elegans (Nunes et al., 2012), Timon (Ahmadzadeh et al., 2012). Estudos como os citados, contribuíram para o entendimento dos processos evolutivos, das relações filogenéticas e filogeográficas e descrição de novas espécies ou mudanças do status taxonômico, linhagens crípticas e possíveis espécies candidatas, dados que podem ser utilizados para a conservação da biodiversidade do grupo. Porém estudos genéticos com espécies de lagartos são incipientes na Amazônia brasileira. Como o gene ribossomal 16S é um dos genes mitocondriais mais utilizados em estudos filogenéticos em lagartos (e. g Murphy e Jowers, 2013) e loci informativos codificadores de proteínas nucleares (NPCL) têm permitido inferir as relações filogenéticas e variações intra e interespecífica em Squamatas, incluindo lagartos (Townsend et al., 2008), neste estudo, foram utlizados dois genes mitocondriais (CO 16S rRNA) e um gene nuclear (receptor de prolactina - PRLR) a fim de analisar a diversidade genética das espécies de lagartos amazônicos e elucidar a estrutura filogenética das comunidades. Além disso, foi quantificado o esforço amostral das espécies de lagartos inventariados em seis localidades da Amazônia brasileira.

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2. OBJETIVO GERAL

Esta tese foi subdividida em cinco capítulos e cada capítulo objetivou:

CAPÍTULO I: Inventariar uma área do estado do Amazonas localizada no Escudo Cristalino das Guianas e comparar com sete outras áreas localizadas no mesmo escudo; CAPÍTULO II: Inventariar seis localidades da Amazônia brasileira localizadas no Escudo das Guianas, Escudo Brasileiro e bacia sedimentar, estados do Amazonas e Pará; CAPÍTULO III: Analisar a estrutura filogenética das comunidades de lagartos das seis localidades inventariadas na Amazônia brasileira com base em dados do marcador mitocondrial CO1 (DNA barcode); CAPÍTULO IV: Analisar a divergência genética de 54 espécies nominais de lagartos provenientes de 22 localidades da Amazônia brasileira por meio do gene COI (DNA barcode); CAPÍTULO V: Analisar os padrões de distribuição da diversidade genética das espécies Plica plica e Plica umbra a partir do DNA barcode, 16S rRNA e do marcador nuclear PRLR.

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3. Referências bibliográficas

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CAPÍTULO I

Lagartos da área central do rio Jatapú, Amazonas, Brasil

Este manuscrito foi publicado na revista Check List e segue as normas dessa revista. A versão em inglês encontra-se no Anexo I

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Lagartos da área central do rio Jatapú, Amazonas, Brasil

Deyla Paula de Oliveira 1*, Sergio Marques Souza 2, Luciana Frazão 1, Alexandre Pinheiro de Almeida 1 e Tomas Hrbek 1.

1 Universidade Federal do Amazonas (UFAM), Departamento de Biologia (ICB), Laboratório de Evolução e Genética Animal (LEGAL), Avenida Rodrigo Octávio Jordão Ramos, 3000, Coroado II. CEP 69077-000, Manaus, AM, Brasil. 2 Universidade de São Paulo (USP), Departamento de Zoologia, Rua do Matão, travessa 14, 101, Butantã. CEP 05422 - 970, São Paulo, SP, Brasil. * Autor para correspondência: E-mail: [email protected].

Resumo: O presente estudo relata um inventário das espécies de lagartos da região central do rio Jatapú localizado no estado do Amazonas, Brasil. Os lagartos foram coletados por meio de três métodos: busca visual diurna e noturna, armadilhas de interceptação e queda com cerca-guia e coletas ocasionais. Foram registradas 24 espécies de lagartos pertencentes a 18 gêneros e 8 famílias. Estimadores não- paramétricos de riqueza (Bootstrap, Chao 2, Jackknife 1 e ACE) foram utilizados para estimar a porcentagem total da riqueza amostrada. A riqueza esperada das espécies variou de 27 espécies estimado via Bootstrap a 30 com Jackknife 1. A composição da fauna de lagartos encontrada na área central do rio Jatapú foi comparada com 7 outras áreas publicadas e coletadas na região do Escudo Cristalino das Guianas. A composição da fauna de lagartos do rio Jatapú foi semelhante a FLOTA Faro (84%) e com menor similaridade à ESEC Grão-Pará Centro (66%). Não houve associação entre a similaridade faunística e a distância geográfica. A lista das espécies presentes contribuiu para o conhecimento da fauna de lagartos da porção sul do Escudo Cristalino da Guiana, no Brasil.

Introdução

A compilação mais atualizada da taxonomia indica, que o Brasil abriga 248 espécies de lagartos (Bérnils e Costa, 2012). Destes, aproximadamente 100 espécies são encontradas na Amazônia brasileira (Ávila-Pires et al. 2007). A riqueza local de lagartos previamente pesquisados em locais de floresta tropical amazônica, localizada na porção brasileira do Escudo Cristalino da Guiana, inventariadas com armadilhas de queda com

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cerca-guia e buscas visuais diurnas e noturnas, variou de 15 a 24 espécies (por exemplo Ávila-Pires et al. 2010; Ilha e Dixo 2010). Em áreas fora do Escudo Cristalino da Guiana porém dentro do bioma Amazônico, a diversidade variou de 20 a 40 espécies de lagartos por área inventariada (e.g Cunha et al. 1985; Nascimento et al. 1987; Zimmerman e Rodrigues 1990; Martins, 1991; Vitt e Zani 1996; Vitt et al. 2008; Macedo et al. 2008; Ávila-Pires et al. 2009; França e Venâncio 2010; Mendes-Pinto e Souza 2011). Um das explicações para as diferenças na riqueza local, incluindo espécies endêmicas, é que a bacia Amazônica é um mosaico de distintas fito-fisionomias observáveis em diferentes escalas geográficas (Silva et al. 2005). Um fator adicional que contribui é que as diferentes porções da bacia Amazônica têm diferentes origens geológicas e diferentes idades e, portanto, diferentes histórias evolutivas (Wesselingh et al. 2010). Embora um certo número de estudos tenha focado em espécies Amazônicas de lagartos florestais (e.g. Cunha et al. 1985; Nascimento et al. 1987; Martins, 1991; Ávila-Pires 1995, 2009, 2010), o conhecimento do grupo ainda é incipiente (Rodrigues e Ávila-Pires 2005; Ávila-Pires et al. 2010; Peloso et al. 2011). A diversidade de espécies de lagartos amazônicos é susceptível de ser subestimado dado que muitas áreas da bacia amazônica continuam pouco inventariadas ou não foram inventariadas em sua totalidade (Bernarde et al. 2011) e altos níveis de diversidade críptica foram relatados em grupos distribuídos em toda a bacia (e.g. Glor et al. 2001; Geurgas e Rodrigues 2010; Bergmann e Russel 2007). A tendência é, portanto, que a diversidade bem como o número de espécies aumente na medida em que novas áreas da Amazônia sejam inventariadas e a taxonomia propriamente avaliada. Como parte da floresta amazônica foi e continua a ser irreversivelmente perdida antes mesmo de que investigações possam ser feitas (Queiroz et al. 2006), e considerando que os lagartos estão sujeitos às perturbações ambientais e à degradação ambiental (Vitt et al 2008; Sivervo et al. 2010), existe a necessidade de estudos e pesquisas em localidades não inventariadas ou pouco inventariadas. Inventários da fauna em regiões da Amazônia brasileira que não tenham sido previamente pesquisadas fornecem informações sobre a história natural básica, ecologia, distribuição geográfica. Além disso, os inventários de fauna pode fornecer material para análises biogeográficas e padrões filogenéticos dos grupos, e assim, fornecer dados essenciais para a tomada de decisão em relação às áreas prioritárias para a conservação da biodiversidade (e.g. Capobianco et al. 2001; França e Venâncio 2010).

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Aqui é apresentada uma lista das espécies de lagartos encontradas durante uma expedição à área central do rio Jatapú, estado do Amazonas, Brasil. Também foram feitas comparações da composição das espécies desta região com o encontrado em outras sete regiões pesquisadas e amostradas na porção brasileira do Escudo Cristalino das Guianas.

Material e métodos

Área de Estudo

O inventário da fauna de lagartos foi realizado em duas localidades situadas nas margens opostas da área central do rio Jatapú, afluente do rio Uatumã, estado do Amazonas, Brasil, localizado a aproximadamente 250 Km em linha reta a nordeste da cidade de Manaus. As duas localidades foram São José do Jabote (SJJ - 01 ° 55'53 "S, 58 ° 15'21" W), na margem esquerda do rio e São João do Lago da Velha (SJLV - 02 ° 1'31 " S, 58 ° 11'24 "W), na margem direita do rio (Figura 1). Ambas as localidades estão situadas no município de São Sebastião do Uatumã, no estado do Amazonas, Brasil. Uma grade padronizada foi aberta em cada local de amostragem, composta por três trilhas paralelas de 5.0 km separadas por 1.0 km. As trilhas foram abertas aproximadamente perpendicular ao rio. Ambos os conjuntos de trilhas estão localizados em uma região de densa floresta tropical (Radambrasil 1976). A vegetação na margem direita cresce em um terreno quaternário aluvial (paleo- várzea), apresentando um terreno plano e não dissecado. Contém também áreas sazonalmente inundadas e manchas de floresta densa de campina. A floresta na margem esquerda tem um dossel mais alto, com menor penetração da luz solar e está situado em um terreno de terra-firme altamente dissecado. Toda a área está dentro da formação geológica conhecido como o Escudo Cristalino das Guianas. O clima é equatorial pluvial (quente e úmido), com chuvas predominantes no período de novembro a abril. A média diária da temperatura é de 28 °C e a umidade relativa média é de 97.2%. A amostragem foi feita em setembro, que marca o fim da estação seca (maio a setembro).

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Figura 1. Algumas das localidades do Escudo Cristalino das Guianas citado no texto: A) rio Jatapú; B) FLOTA Faro; C) FLOTA Trombetas; D) FLOTA Paru; E) ESEC Grão- ParáSul; F) ESEC Grão-Pará Centro; G) REBIO Maicuru; e H) ESEC Grão-Pará Sul. A área A foi ampliada para mostrar as duas áreas estudadas: São José do Jabote e (1) São João do Lago da Velha (2).

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Coleta de dados

As espécies de lagartos foram coletados ao longo de 16 dias de coleta em setembro de 2011 (estação seca), utilizando-se três métodos: buscas visuais diurnas e noturnas; armadilhas de interceptação e queda com cerca-guia (Cechin e Martins 2000; Ribeiro-Jr et al. 2008) e coletas ocasionais (Sawaya et al., 2008). Buscas visuais diurnas e noturnas consistiu em um pesquisador caminhando lentamente ao longo das trilhas, procurando pelos espécimes. Buscas diurnas e noturnas foram realizada por dois pesquisadores ao longo de um trecho de 1000 m durante aproximadamente três (9 às 12 da manhã) e cinco (7 a 12 da noite) horas, respectivamente. Foram feitos esforços para inspecionar todos os microhabitats visualmente acessíveis encontrados ao longo das trilhas (por exemplo, troncos caídos, cavidades, vegetação arbórea, etc). As armadilhas de interceptação e queda com cerca-guia consistiu num conjunto de quatro recipientes 100 L enterrados no solo (69 cm de profundidade), colocados 8 m eqüidistantes umas das outras em uma forma padrão de Y. Armadilhas foram interligadas por cerca-guias de plástico com 80 cm de altura, que nortearam os animais até as armadilhas. Cada conjunto de armadilhas de queda com cerca-guia caracterizava uma estação de amostragem. Um total de nove estações (36 recipientes) foram colocados na localidade SJLV. Um total de sete estações (28 recipientes) foram colocados na localidade SJJ. Vegetação de floresta predominou em todas as estações, variando de floresta baixa a floresta alta (planalto). Todas as estações foram posicionados a 500 m uma das outras e foram mantidas entre 14-30 de setembro de 2011. As armadilhas foram vistoriadas diariamente. Coletas ocasionais resultou da captura e / ou observações feitas por pessoas envolvidas em pesquisas de outros grupos taxonômicos. Esta informação só foi considerada para inclusão como um registro válido quando o espécime foi coletado ou adequadamente fotografado. Espécimes de Ameiva ameiva e Tupinambis teguixin também foram coletadas como captura ocasional em armadilhas Tomahawk® implantado pela equipe de pesquisadores de pequenos mamíferos. Iguana iguana não foi coletada, mas avistada várias vezes e contada entre as espécies encontradas na região. Algumas espécies arbóreas, aquáticas e fossoriais não foram amostradas na área devido à natureza dos métodos de amostragem, embora provavelmente presentes. A

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coleta e o transporte do material foram feitas mediante a autorização do ICMBio / Sisbio (processo 28976- 1). Os espécimes foram sacrificados com o anestésico cloridrato de lidocaína 2% e éter dietílico (cf. AVMA 2001). Pequenas incisões foram então feitas na região ventral de cada indivíduo para a retirada das amostras de fígado e / ou tecido muscular. Os tecidos biológicos foram armazenadas em microtubos e preservados em álcool a 95% para futuras análises moleculares. As amostras de tecido foram depositados na coleção de tecido do Laboratório de Evolução e Genética Animal [CTGA - ICB / UFAM (CGEN, deliberação n ° 75 de 26 de agosto de 2004)] da Universidade Federal do Amazonas e na coleção de tecidos do INPA. Após a remoção das amostras de tecido, os espécimes foram fixados em formaldeído 10% injetado na cavidade do corpo e trato digestivo (Franco e Salomão 2002) e após a fixação preservados em álcool 70%. Vouchers foram depositados Coleção de anfíbios e répteis do Instituto Nacional de Pesquisas da Amazônia (INPA - H) e na Coleção Zoológica Paulo Bürhnheim da Universidade Federal do Amazonas (CZPB / UFAM), Manaus, Amazonas, Brasil (Anexo 1). A nomenclatura utilizada neste estudo segue a lista brasileira de répteis (Bérnils e Costa 2012), considerando as recentes mudanças propostas pelo Gamble et al. (2011) e Hedges e Conn (2012).

Análises estatísticas

Eficiência do esforço amostral foi avaliada utilizando estimadores não- paramétricos de riqueza de espécies na forma dos estimadores Bootstrap, Chao 2, Jackknife 1 e Ace. As análises foram realizadas no programa EstimateS 9.1.0 (Colwell et al. 2012). A suficiência da amostragem foi verificada com base na acumulação do número de espécies como uma função dos dias de amostragem usando os quatro índices acima, e o estimador Mao Tau. A composição da fauna lagartos encontrada na área central do rio Jatapú foi comparada com outras sete áreas publicadas e amostradas na região brasileira do Escudo Cristalino das Guianas. Estas áreas foram: Floresta Estadual (FLOTA) Faro (203 km da área central do rio Jatapú), FLOTA Paru (494 km), FLOTA Trombetas (238 km), Reserva Biológica (REBIO) Maicuru (660.11 km) e setores norte (294 km), centro (333 km) e sul (420 km) da Estação Ecológica (ESEC) Grão - Pará (Ávila-Pires et al. 2010). O estudo de Ávila-Pires et al. (2010) foi escolhido com base nas semelhanças do

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esforço de amostragem: armadilhas de interceptação e queda com cerca-guia (que têm importância considerável sobre a amostragem de espécies com hábitos fossoriais, por exemplo, Gymnophthalmidae), tempo similar de amostragem e as localidades situadas na parte brasileira do Escudo Cristalino das Guianas (ver Tabela 1). Para o cálculo da semelhança com a fauna das sete localidades, foi adotado a equação dois de Simpson (2) (Simpson, 1960), que leva em consideração a possibilidade de que a amostragem possa não representar a riqueza propriamente dita das espécies da área amostrada. A fórmula é a seguinte: C / N1 x 100; onde C é igual ao número de espécies encontradas em comum em ambas as localidades e N1 é igual ao número de espécies na localidade com a menor riqueza faunística ou presumivelmente a amostragem mais incompleta. O índice é uma porcentagem da riqueza faunística, que é compartilhada com a maior riqueza faunística. Para testar se a distância geográfica teve influência sobre a similaridade das composições faunísticas, foram testados se a distância geográfica está correlacionada com o valor da equação 2 de Simpson com o uso do pacote estatístico R versão 3.0.2 (R Development Core Team, 2013).

Resultados e discussão

A fauna de lagarto da área central do rio Jatapú consistiu em 24 espécies, distribuídas em 18 gêneros e oito famílias (ver Tabela 1). Fotografias das amostras representativas são mostrados na Figura 2. Gymnophthalmidae foi a família com maior riqueza de espécies na área amostrada, com nove espécies, sendo responsável por 39.1% (nove espécies) da riqueza local, seguido de Dactyloidae Fitzinger de 1843, Sphaerodactylidae Underwood, 1954, Teiidae Merrem, 1820 e Tropiduridae Bell in Darwin, 1843 (cada uma com três espécies). As famílias Iguanidae Gray, 1827, Gamble, Bauer, Greenbaum & Jackman, 2008 e Mabuyidae Mittleman de 1952 foram, cada uma representadas por apenas uma espécie (Tabela 1). Onze espécies de lagartos foram coletados em ambas as margens do rio Jatapú: Anolis fuscoauratus D'Orbigny, 1837, Anolis planiceps Troschel 1848, Anolis chrysolepis Duméril & Bibron, 1837, Ameiva ameiva (Linnaeus, 1758), reticulata (O 'Shaughnessy, 1881), Iguana iguana (Linnaeus, 1758), Iphisa elegans elegans Gray, 1851, Kentropyx calcarata Spix, 1825, Copeoglossum nigropunctatum (Spix, 1825) sensu Nicholson et al. 2012, Plica umbra (Linnaeus, 1758) e Tupinambis teguixin (Linnaeus, 1758). Nove espécies de lagartos foram coletados apenas na

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margem direita do rio, a saber: flavescens (Bonnaterre, 1789), Bachia panoplia Thomas, 1965, Chatogekko amazonicus (Andersson, 1918) sensu Gamble et al. (2011), Leposoma osvaldoi Ávila-Pires 1995, Leposoma percarinatum (Müller, 1923), Pseudogonatodes guianensis Parker, 1935, Ptychoglossus brevifrontalis Boulenger, 1912, Thecadactylus rapicauda (Houttuyn, 1782) e Uranoscodon superciliosus (Linnaeus, 1758). Quatro espécies foram coletadas apenas na margem esquerda do rio, respectivamente: Gonatodes humeralis (Guichenot, 1855), Leposoma guianense Ruibal 1952, Plica plica (Linnaeus, 1758) e (Linnaeus, 1758). As diferenças nos parâmetros ecológicos como riqueza e composição de espécies pode ser esperado como resposta à variação natural e fatores ambientais em toda a paisagem (Gordo 2003; Fraga et al. 2011). Contudo algumas espécies registradas em apenas uma das margens do rio Jatapú têm uma ampla distribuição, e em outras áreas provavelmente ocorra em lados opostos do rio. Neste caso, o encontro destas espécies numa das margens pode ser um efeito aleatório, não podendo ser interpretado como um padrão verdadeiro da distribuição destas espécies. Por exemplo, Plica plica é amplamente distribuída na bacia Amazônica e ocorre em habitats presentes em ambas as margens do rio Jatapú, mas foi coletada apenas na margem esquerda do rio. Analogamente, Uranoscodon superciliosus é tipicamente encontrado em áreas perto de córregos (zonas ripárias) ou em áreas inundadas (igapós) e exibe fidelidade considerável para este tipo de ambiente (Vitt et al. 2008). Estes habitats podem ser encontrados em ambos os lados do rio Jatapú, mas estavam presentes apenas na parcela da margem direita do rio, portanto, não é surpreendente que a espécie tenha sido coletada apenas nessa margem do rio Jatapú. Ambos os casos gera variância na amostragem e falsas ausências, mas a fonte subjacente desta aleatoriedade é diferente. A região central do rio Jatapú parece só restringir o distribuição geográfica das espécies do gênero Leposoma. As duas espécies de Leposoma osvaldoi e Leposoma percarinatum foram registradas apenas na margem direita, enquanto Leposoma guianense foi registrada somente na margem esquerda. A espécie L. percarinatum está amplamente distribuída em toda a Amazônia e, provavelmente, também ocorre na margem esquerda do rio Jatapú, apesar de não ter sido encontrada nessa presente pesquisa. No entanto, Leposoma osvaldoi e L. guianense parecem ter distribuições alopátricas, com Leposoma osvaldoi sendo restrito às áreas ao entorno da cidade de Manaus (identificado como Leposoma sp. em Vitt et al. 2008) e L. guianense sendo típico do Escudo Cristalino das Guiana na porção nordeste da bacia Amazônica (não ocorrendo em Manaus; Vitt et al. 2008). Os limites da

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distribuição de ambas as espécies são pouco conhecidas, especialmente os limites ocidentais de L. guianense e os limites orientais de Leposoma osvaldoi. Neste contexto geográfico, é razoável supor que o rio Jatapú atue como uma barreira para a distribuição destas espécies. No entanto, não se pode descartar a possibilidade de que este fenômeno possa ser explicada por diferenças na fito-fisionomia entre os locais de coleta. Para testar essa hipótese, seria necessário amostrar um local pertencente ao baixo plateau na sub-região da Amazônia na margem direita e um local pertencente aos aluviões quaternários na margem esquerda do rio Jatapú. Os estimadores de riqueza de espécies preveu 27 a 31 espécies de lagartos para a região central do rio Jatapú. O estimador Bootstrap mostrou que 27 espécies seria o esperado, enquanto Chao 2 e Ace mostraram 29 e Jackknife 1 estimou 31 espécies. Embora todos os estimadores demonstrem que a estabilidade na riqueza de espécies não tenha sido atingida (Figura 3), as análises demonstraram que o esforço de amostragem atingiu 80 - 88% das espécies esperadas para esta área. Na verdade, algumas espécies de lagartos não registradas no presente estudo podem ocorrer na região, tais como: Varzea bistriata (Spix, 1825), Neusticurus bicarinatus (Linnaeus, 1758), Tretioscincus agilis (Ruthven, 1916) e azureum azureum (Linnaeus, 1758), todas espécies cujas distribuições geográficas teoricamente abrange a área central do rio Jatapú (Martins, 1991). Em outros inventários na Amazônia brasileira, a riqueza de espécie variou de 20 a 34 espécies por região pesquisada; por exemplo: Carajás, Pará (n = 20 espécies) (Cunha et al. 1985); Belém, Pará (n = 20) (Nascimento et al. 1987); Usina Hidrelétrica de Balbina, no rio Uatumã, AM (n = 20) (Martins, 1991); Espigão do Oeste, RO (n = 29) (Macedo et al. 2008); Reserva Florestal Adolpho Ducke, Amazonas (n = 34) (Vitt et al. 2008); Curuá Una, Santarém, Pará (n = 22), Parque Estadual Guajará-Mirim, Rondônia (n = 23); Fazenda Scheffer no rio Ituxi, Amazonas (n = 26), Porto Walter, no rio Juruá, Acre (n = 26) (Ávila-Pires et al. 2010.); Boca do Acre, Amazonas (n = 19) (França e Venâncio 2010); Rio Preto da Eva, Amazonas (n = 20) (Ilha e Dixo 2010) e Floresta Nacional do Trairão, Pará (n = 23) (Mendes Pinto e Souza 2011); Juruti, Pará (n = 33) (Prudente et al. 2013). Somando todas as espécies de lagartos das sete áreas inventariados no Escudo Cristalino da Guiana por Ávila-Pires et al. (2010) com a área do presente estudo, contabiliza-se 38 espécies de lagartos; com cada área contendo entre 12 a 24 espécies (Tabela 1). A parte norte da ESEC Grão-Pará compartilhou o maior número de espécies

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com o rio Jatapú (17 espécies), seguido pela Flota Faro e REBIO Maicuru (16 espécies, respectivamente). FLOTA Paru com 14 espécies, FLOTA Trombetas com 11 espécie, região sul da ESEC Grão-Pará e parte central da ESEC Grão-Pará compartilharam 10 espécies, respectivamente (Tabela 1). Espécies em comum a todas as áreas foram: Chatogekko amazonicus, Gonatodes humeralis, Plica umbra, Ameiva ameiva, Kentropyx calcarata, Bachia flavescens e Leposoma guianense. Chatogekko amazonicus, Gonatodes humeralis, Ameiva ameiva e Kentropyx calcarata são espécies amplamente distribuídas na Amazônia brasileira (Prudente et al. 2013). Leposoma guianense é considerada endêmica do Escudo Cristalino da Guiana (Ávila - Pires et al. 2010; Cole et al. 2013). Outro aspecto interessante é que algumas espécies de lagartos parecem definir um grupo com a distribuição mais restrita a locais na porção sudeste do Escudo das Guianas. Este padrão é definido por duas espécies (Leposoma osvaldoi e Bachia panoplia), ambas encontradas no rio Jatapú e com registro a oeste da FLOTA Faro. Já não existe registros dessas duas espécies mais a leste, apesar do fato de que Leposoma osvaldoi historicamente tem sido confundida com Leposoma guianense (S. M. Souza, comunicação pessoal). Além disso, as duas espécies mencionadas anteriormente são também conhecidas em áreas que circundam a cidade de Manaus (Vitt et al. 2008). A similaridade da fauna de lagartos da área do rio Jatapú e as sete localidades do Escudo Cristalino das Guianas, com base na Equação 2 de Simpson, variou de 84% a 66% (Tabela 1). A maior similaridade foi observada com a FLOTA Faro (84%), seguido pela ESEC Grão Pará Sul (83%) e Flota Paru (82%). Rebio Maicuru mostrou 76% de semelhança; ESEC Grão Pará Norte 70%; enquanto a Flota Trombetas (68%) e ESEC Grão Pará Centro (66%) foram as menos semelhante à localidade do rio Jatapú (Tabela 1). No entanto, não houve correlação entre as distâncias geográficas das áreas amostradas, com a similaridade medida pela equação 2 de Simpson (Kendall’s tau = - 0,07632858, p = 0,5775). O presente estudo oferece um conhecimento mais amplo sobre a biodiversidade dos lagartos em uma área da Amazônia não previamente amostrada. Os tecidos e as amostras coletadas vão permitir responder perguntas que envolvam a filogeografia, biogeografia e filogenética de comunidades em estudos futuros. Assim, os estudos das relações evolutivas entre as espécies dos grupos, bem como a padrões de distribuição das espécies poderam ser melhores investigadas. Além disso, as coleções herpetológicas do Instituto Nacional de Pesquisas da Amazônia (INPA - H) e Coleção Zoologica Paulo

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Bürhnheim da Universidade Federal do Amazonas (CZPB / UFAM) serão enriquecidas com a inclusão das amostras coletadas.

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Tabela 1. Espécies de lagartos registradas na área de estudo e comparação da fauna de lagartos do rio Jatapú com sete áreas da Amazônia brasileira, localizada no Escudo Cristalino das Guiana e coletados por Ávila-Pires et al. (2010). X indica a presença das espécies, enquanto que para a região central do rio Jatapú, D, E e D, E indicam que a espécie foi coletada à direita, à esquerda e em ambas as margens do rio, respectivamente.

Nome das espécies Jatapú Flota Faro Flota Trombetas Grão Pará Norte Grão Pará Centro Grão Pará Sul Rebio Maicuru Flota Paru

LAGARTOS

Dactyloidae

Anolis auratus X

Anolis chrysolepis D, E X X X X

Anolis fuscoauratus D, E X X X X X X

Anolis ortonii X

Anolis philopunctata

Anolis planiceps D, E

Anolis punctatus X

Gymnophthalmidae

Alopoglossus angulatus e X X

Amapasaurus tetradactylus X X

Arthrosaura kockii X X

Arthrosaura reticulata D, E X X X

Bachia flavescens D X X X X X X X

Bachia panoplia D X

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Cercosaura argulus X X

Cercosaura ocellata ocellata X X X

Gymnophthalmus cf. underwoodi X

Iphisa elegans elegans D, E X X

Leposoma guianense E X X X X X X X

Leposoma percarinatum D X X X X

Leposoma cf. osvaldoi D X

Neusticurus bicarinatus X X

Neusticurus rudis X

Ptychoglossus brevifrontalis D X X

Tretioscincus agilis X X X X X X

Iguanidae

Iguana iguana iguana D, E X

Phyllodactylidae

Thecadactylus rapicauda D X X

Scincidae

Copeoglossum nigropunctatum D, E X X X X X

Sphaerodactylidae

Chatogekko amazonicus D X X X X X X X

Gonatodes annularis X X X

Gonatodes humeralis E X X X X X X X

Lepidoblepharis heyerorum X X X

Pseudogonatodes guianensis D X X X

Teiidae

Ameiva ameiva ameiva D, E X X X X X X X

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Cnemidophorus sp.

Kentropyx calcarata D, E X X X X X X X

Kentropyx striata X X

Tupinambis teguixin D, E

Tropiduridae

Plica plica E X X X

Plica umbra umbra D, E X X X X X X X

Uranoscodon superciliosus D X X X X X X

Número de espécies 24 19 16 24 15 12 21 17

Número de espécies em comum - 16 11 17 10 10 16 14 Equação de simpson (2) - 84% 69% 71% 67% 83% 76% 82%

Amostragem por dia 19 15 16 18 22 16 17 16 Outubro- Mês da amostragem Setembro Janeiro Abril Agosto-setembro Janeiro Junho Dezembro novembro Estação Estação Estação Estação Estação chuvosa Estação seca Estação chuvosa Estação chuvosa Estação seca seca chuvosa chuvosa

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Figura 2. Algumas das espécies de lagartos da área central do rio Jatapú (a) Copeoglossum nigropunctatum (b) Anolis fuscoauratus, (c) Anolis chrysolepis, (d) Bachia panoplia, (e) Alopoglossus angulatus, (f) Arthrosaura reticulata, (g) Leposoma guianense macho, (h) Leposoma guianense fêmea. (Foto: S. M. Souza).

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Figura 3. Amostragem baseado na curva de rarefação das espécies de lagartos coletados na região central do rio Jatapú. O eixo X corresponde ao o número de espécies coletadas por dia e o eixo Y representa a estimativa do número de espécies coletadas. Número das espécies foram estimadas por meio de Mao Tau, Bootstrap, Chao 2, Jackknife 1 e ACE.

Agradecimentos: Os autores agradecem a Sebastião Batista e aos moradores das comunidades de São José do Jabote e São João do Lago da Velha, que ajudou na abertura das trilhas e no trabalho de campo; Emanuell D. Ribeiro, Guilherme F. Dias, Maria N. Silva, Natália Carvalho, Mário S. Nunes, Olavo P. Colatreli, Rafael Kautzmann e Carlos H. Schneider por contribuir com a amostragem; Marcelo Gordo, Marcelo Menin e Vinícius Carvalho por auxiliar na identificação do material; sugestões e correções foram feitas por Ermelinda Oliveira; Roberto Rojas Zamora ajudou com a confecção do mapa e Izeni Pires Farias pelo apoio financeiro através do projeto CNPq / SISBIOTA-BioPHAM 563348/2010. Charles J. Cole e um revisor anônimo fizeram valiosos comentários na versão anterior deste manuscrito. O inventário aqui mostrado é baseado em coletadas feitas pelo projeto financiado pelo CNPq intitulado Sisbiota/ Rede-BioPHAM (Sistema Nacional de Pesquisa em Biodiversidade/Rede de investigação para ampliar o conhecimento sobre a biodiversidade de vertebrados da Amazônia brasileira com aplicações para o seu uso e conservação). DP Oliveira teve bolsa de pesquisa da CAPES (n° proc. 12002011). S. M. Souza bolsa de pesquisa da

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FAPESP. A. P. Almeida e L. Frazão foram bolsistas de pesquisa do CNPq. T. Hrbek teve apoio de uma bolsa de pesquisa do CNPq durante o estudo.

Literatura citada

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Apêndice 1. Voucher dos espécimens.

Anolis chrysolepis: INPA-H 31848, An. fuscoauratus: INPA-H 31854, An. planiceps: INPA-H 31856, Alopoglossus angulatus: CZPB 29-40, Arthrosaura reticulata: CZPB

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21-25, CZPB 21-26, CZPB 25-34, CZPB 22- 29, Bachia flavescens: CZPB 25-35, Ba. panoplia: INPA-H 31847, Iphisa e. elegans: CZPB 23-31, CZPB 22-30, CZPB 28-39, Leposoma guianense: INPA - H 31182 a 31189, Le. percarinatum: INPA-H 31178 a 31181, Le. cf. osvaldoi: INPA-H 31173 a 31177, Ptychoglossus brevifrontalis: CZPB 26- 36, CZPB 26-37, Thecadactylus rapicauda: CZPB 32-44), Copeoglossum nigropunctatum: CZPB 21-27, CZPB 22-28, Chatogekko amazonicus: CZPB 24-32, CZPB 27-38, Gonatodes humeralis: CZPB 30-41, CZPB 30- 42, Ameiva ameiva CZPB 33-45, Kentropyx calcarata: INPA-H 31712, Tupinambis teguixin: CZPB 34-46, Plica plica: CZPB 35-47, Pl. umbra umbra: CZPB 31-43, Uranoscodon superciliosus: INPA- H 31724.

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CAPÍTULO II

Lagartos (Squamata: Lacertilia) de seis áreas da Amazônia brasileira

Este manuscrito será submetido à revista Biodiversity Data Journal e segue as normas dessa revista.

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Lagartos (Squamata: Lacertilia) de seis áreas da Amazônia brasileira

Deyla Paula de Oliveira 1*, Sergio Marques de Souza 2, Rommel Roberto Rojas Zamora1, Elciomar Araújo de Oliveira1, Vinicius Tadei de Carvalho1, Tomas Hrbek1

1 Laboratório de Evolução e Genética Animal (LEGAL), Departamento de Biologia (ICB), Universidade Federal do Amazonas (UFAM), Av. Rodrigo Octávio Jordão Ramos, 3000, 69077-000, Manaus - AM, Brasil. 2 Universidade de São Paulo (USP), Departamento de Zoologia, Rua do Matão, travessa 14, 101, Butantã. CEP 05422-970, São Paulo, SP, Brazil.

* Correspondência para: Deyla Paula de Oliveira Fone: + 55 (92) 8255-9486, Email: [email protected]

RESUMO: Durante as últimas décadas um grande esforço tem sido feito com o intuito de entender a origem da alta biodiversidade encontrada na Amazônia brasileira. Uma parte importante desse esforço é conhecer a distribuição e a composição das espécies. Sendo assim, no presente artigo, apresentamos e discutimos os resultados de inventários de espécies de lagartos realizados em seis áreas da Amazônia brasileira localizadas no Escudo Cristalino das Guianas, Escudo do Brasileiro e Bacia sedimentar, estados do Amazonas e Pará, Brasil. Foram registrados um total de 53 espécies de lagartos em todas as áreas, distribuídas em 9 famílias e 27 gêneros. A suficiência amostral e a riqueza de espécies foram verificadas por meio do Mao Tau, Jackknife 2, Chao 2 e ICE. Foram encontrados riquezas similares ao de outros inventários realizados na bacia Amazônica e o número de espécies provavelmente esteja próximo da real diversidade de espécies esperadas para cada localidade com sucesso amostral de 80% em média. As diferenças na riqueza de espécies entre as localidades são inerentes a cada área.

Palavras-chave: Biodiversidade, Lagartos, inventário.

INTRODUÇÃO

Apesar de possuir reconhecidamente uma enorme diversidade faunística, o bioma Amazônico continua a ser relativamente pouco conhecido e estudado (Lewinsohn

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e Prado 2005). A enorme extensão e a dificuldade de acesso às localidades são alguns dos fatores que propiciam a existência de lacunas no conhecimento (Bernarde et al. 2011). Com isso, inventários em áreas não amostradas ou pouco amostradas são importantes e contribuem para ampliar o conhecimento da fauna Amazônica. Inventários permitem conhecer a composição e a riqueza das espécies em determinada área, descobrir novas espécies, revelar áreas de endemismo e consequentemente entender a história evolutiva das espécies (Lopes, 2000; França e Venâncio, 2010). Tais informações fornecem subsídios para pesquisas em diversas áreas, como ecologia, sistemática, filogeografia e filogenia, podendo auxiliar inclusive, no direcionamento de esforços de conservação mais apropriados em um contexto geral, uma vez que são capazes de indicar hotspots de diversidade ou mesmo áreas que precisam ser recuperadas (Capobianco et al. 2001). Lagartos amazônicos são excelentes organismos modelos para inventários de fauna, por ser um grupo taxonomicamente diversificado (Camargo et al. 2010), e relativamente abundante na Amazônia brasileira, com aproximadamente 100 espécies em toda a floresta Amazônica (Ávila-Pires et al. 2007), sendo que em nível local, a diversidade tem variado de 12 a 40 espécies em inventários realizados em diversas localidades da bacia Amazônica (Vitt et al. 2008, Ávila-Pires et al. 2009, 2010, França e Venâncio 2010, Ilha e Dixo 201, Mendes-Pinto e Souza 2011, Waldez et al. 2013). Uma das explicações para as diferenças em termos de riqueza local, incluindo espécies endêmicas, é que a bacia Amazônica é um mosaico de regiões com fito-fisionomias distintas, observáveis em diferentes escalas geográficas (Silva et al. 2005). Além disso, a bacia amazônica apresenta diferentes origens geológicas com diferentes idades e, portanto, diferentes histórias evolutivas (Wesselingh et al. 2010). Tem-se detectado que diferentes espécies encontram-se confinadas em áreas geográficas isoladas pelos rios da bacia Amazônica e seus afluentes, que funcionam como barreiras (Wallace, 1852), reduzindo ou inibindo o fluxo gênico entre as populações de táxons irmãos que habitam margens opostas de um mesmo rio, levando consequentemente à diferenciação e especiação das mesmas, como por exemplo, para espécies de anfíbios e répteis (Ron, 2000), borboletas (Racheli e Racheli, 2004) e aves (Ribas et al., 2012) Embora o conhecimento da fauna de lagartos ainda esteja longe do ideal (Rodrigues e Ávila-Pires 2005; Peloso et al. 2011), espera-se, por conseguinte, que a diversidade, bem como o número de espécies descritas aumentem, na medida em que novas áreas forem inventariadas. Sendo assim, neste estudo propôs conhecer a riqueza

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das espécies de lagartos em seis áreas da Amazônia brasileira localizadas no Escudo das Guianas, Escudo Brasileiro e bacia sedimentar, estados do Amazonas e Pará, conforme objetivos similares aos Rapid Biological Inventories (sensu Hayden 2007), sendo direcionados a inventários em áreas não amostradas ou pouco amostradas e com alta relevância biológica.

MATERIAL E MÉTODOS

Áreas do estudo

Foram realizados seis inventários entre 2011 e 2014, em áreas distribuídas ao longo da bacia amazônica brasileira, em um transecto leste-oeste, nos estados do Amazonas e Pará, Brasil, de modo que quatro dessas áreas estavam localizadas no estado do Amazonas e duas áreas localizadas no estado do Pará (Figura 1). Em cada localidade amostrada foram abertas duas grades padronizadas, situadas nas margens opostas e perpendiculares ao curso dos rios. Cada grade era composta por três trilhas paralelas de 3.0 km, cada uma distanciada 1.0 km da subjacente. A amostragem padronizada permitiu quantificar, qualificar e comparar os resultados entre as áreas. A primeira localidade corresponde à área do rio Japurá, pertencente à Amazônia Ocidental, situados na Bacia sedimentar, ao norte do rio Solimões. As grades encontravam-se nas margens opostas do rio Japurá, margem esquerda (1°43'25.1" S, 69°0.8'25.3" W) e margem direita (1°84'33.0" S, 69°0.3'1.73" W) (Figura 1). A segunda localidade situa-se no município de Santa Isabel do Rio Negro, distante 781 km da cidade de Manaus por via fluvial. A área pertence à Amazônia Ocidental, Escudo Cristalino das Guianas. As duas grades encontravam-se nas margens opostas da bacia do alto rio Negro, sendo a primeira grade nas proximidades do rio Ayuanã (0°33'36.90" S, 64°55'5.98" W), afluente da margem direita do rio Negro, distante 17.2 km do município de Santa Isabel do rio Negro e a segunda grade nas proximidades do rio Darahá (0°23'33.10"S, 64°44'52.00" W), afluente da margem esquerda do rio Negro, distante 25.0 km do mesmo município (Figura 1). A terceira localidade corresponde ao Igarapé do Jacinto, nas proximidades do Parque Nacional Nascentes do Lago Jari (Parna Jari) e Reserva Biológica do Abufari (Rebio Abufari), ambos localizados no município de Tapauá, estado do Amazonas, Brasil. A área pertence à Amazônia Ocidental, situada na Bacia Sedimentar, ao sul do

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rio Solimões. As duas grades encontravam-se nas margens opostas do rio Purus, sendo uma grade situada no Igarapé do Jacinto (5°41'36.50" S, 63°11'57.30" W), margem direita do rio Purus, distando 10.0 km do município de Tapauá e a segunda grade na Rebio Abufari, comunidade Turiaçu (5°59'6.90" S, 62°58'38.40" W), margem esquerda do rio Purus, distante 73.0 km a noroeste do município de Tapauá (Figura 1). A quarta localidade corresponde à área do rio Jatapú, principal afluente do rio Uatumã, município de São Sebastião do Uatumã, distando cerca de 250 km a nordeste da cidade de Manaus, estado do Amazonas, Brasil. A área pertence à Amazônia Central, Escudo Cristalino das Guianas. As duas grades situavam-se nas margens opostas do rio Jatapú, sendo a primeira grande situada na comunidade São José do Jabote (1°55'53.00" S, 58°15'21.00" W), margem esquerda do rio Jatapú e a segunda grade na comunidade São João do Lago da Velha (2° 1'31.00" S, 58°11'24.00" W), margem direita do rio Jatapú (Figura 1). A quinta área corresponde à Reserva Biológica Trombetas (ReBio Trombetas) e Floresta Nacional Saracá-Taquera (Flona Saracá-Taquera), ambos pertencentes a cidade de Faro, estado do Pará, Brasil. A área encontra-se na Amazônia Oriental, situadas no Escudo Cristalino das Guianas. As grades encontravam-se nas margens opostas do rio Trombetas, sendo a primeira grade na na ReBio Trombetas (1°11'50.90" S, 56°40'12.08" W), margem direita do rio Trombetas e a segunda grade na Flona Saracá- Taquera (1°28'5.00" S, 56°46'60.00" W), margem esquerda do rio Trombetas (Figura 1). A sexta área corresponde à Reserva Extrativista Tapajós-Arapiuns (Resex Tapajós-Arapiuns) e Floresta Nacional do Tapajós (Flona Tapajós), ambos pertecentes ao município de Aveiro, estado do Pará, Brasil. A área pertence à Amazônia Oriental, estando situadas no Escudo do Brasileiro. As grades encontravam-se nas margens opostas do rio Tapajós, sendo a primeira grade na Resex Tapajós-Arapiuns, comunidade Cametá (3°18'40.05"S, 55°20'43.91"W, margem esquerda do rio Tapajós e a segunda na Flona Tapajós, comunidade Itapuama (3°20'26.22"S, 55°9'30.80"W), margem direita do rio Tapajós (Figura 1).

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Figura 1. Mapa das seis áreas inventariadas. As áreas foram indicadas de A1 a A6. A1 corresponde a área do rio Japurá, Amazonas, sendo 1.1, a margem esquerda do rio e 1.2, a margem direito do rio, respectivamente; A2 corresponde a área de Santa Isabel do rio Negro, Amazonas, sendo 2.1 a área do rio Ayuanã, afluente da margem esquerda do rio Negro e 2.2 a área do rio Darahá, afluente da margem direita do rio Negro; A3 corresponde a área Igarapé do Jacinto, nas proximidades do Parque Nacional Nascente do Lago Jari (Parna Jari) e Reserva Biológica do Abufari (Rebio Abufari), Amazonas, sendo que 3.1 corresponde a margem esquerda do rio Purus no Igarapé do Jacinto e 3.2 corresponde a margem direita do rio Purus, Rebio Abufari; A4, corresponde a área do rio Jatapú, Amazonas, 4.1, a margem esquerda do rio e 4.2 corresponde a margem direito do rio, respectivamente; A5 corresponde a Reserva Biológica Trombetas (ReBio Trombetas) e Floresta Nacional Saracá-Taquera (Flona Saracá-Taquera), Pará, sendo que 5.1 corresponde a margem esquerda do rio Trombetas (ReBio Trombetas) e 5.2, a margem direita do rio Trombetas (Flona Saracá-Taquera); A6 são as áreas Reserva Extrativista Tapajós-Arapiuns (Resex Tapajós-Arapiuns) e Floresta Nacional do Tapajós (Flona Tapajós), Pará, sendo que 6.1 corresponde a margem esquerda do rio Tapajós (Resex Tapajós-Arapiuns) e 6.2 a margem direita rio Tapajós (Flona Tapajós).

Coleta dos dados

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O delineamento amostral deste trabalho foi traçado com o intuito de maximizar o número de espécies amostradas em um período de tempo relativamente curto, 16 a 28 dias de coleta. Desse modo, foram utilizados três métodos de coletas complementares: procura visual diurna e noturna, armadilhas de interceptação e queda com cerca-guia (pitfalls traps) (Cechin e Martins, 2000; Ribeiro-Junior et al., 2008), além de coletas ocasionais (Sawaya et al., 2008). A estratégia de integrar diferentes metodologias de coleta, é reconhecidamente mais eficiente na capacidade de detectar a diversidade durante inventários realizados em florestas tropicais (Ribeiro-Júnior et al., 2008). A procura visual noturna e diurna consistiu no deslocamento a pé, em velocidade lenta, ao longo das trilhas que compunham cada grade, à procura dos espécimes. A busca ativa diurna foi realizada nos trechos entre as áreas onde estavam instalados os pitfall traps (detalhado a seguir). Durante o período noturno, foram percorridos trechos de 1.000 m durante aproximadamente um período de cinco horas. O esforço de captura abrangeu todos os microhabitats possíveis e encontrados ao longo das trilhas, como vegetação, troncos caídos, folhiços e igarapés, localizando espécimes tanto em atividade, quanto em locais de abrigo. As armadilhas de interceptação e queda com cerca guia (pitfall traps) foram preparadas com um conjunto de quatro recipientes de 100 L enterrados no solo, instalados equidistantemente entre si, à uma distância de 8 m e dispostos em forma de Y. As armadilhas estavam interligadas por uma cerca guia de plástico com 80 centímetros de altura, que permitia guiar os espécimes para dentro das armadilhas, possibilitando a captura tanto de espécies terrestres, quanto fossoriais e de vida críptica (eg. lagartos de liteira/folhiço). Cada conjunto de armadilhas descrito acima caracterizava uma estação de amostragem. Em cada grade foram instaladas 12 estações (48 recipientes de 100 L), ou seja, 24 estações de amostragem por região inventariada (totalizando 96 recipientes de 100 L), uma vez que em cada uma das regiões foram construídas duas grades, uma em cada margem do rio principal. Todas as estações foram posicionadas 500 m uma das outras e as armadilhas permaneceram abertas por até 20 dias durante cada expedição, sendo vistoriadas diariamente. Os animais coletados foram acondicionados em sacos plásticos transparentes ou de pano contendo anotações (data, número da estação de armadilhagem, hora de coleta, etc). Além das duas metodologias de coletas supracitadas, alguns dos espécimens foram coletados sem o uso de armadilhas, fora da busca ativa e por terceiros, denominada de coletas ocasionais.

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Os espécimes coletados foram anestesiados e eutanasiados com cloridrato de lidocaína 2% e éter etílico (cf. American Veterinary Medical Association 2001). Foram feitas pequenas incisões na região ventral e femural de cada animal para a retirada de amostra de tecido hepático e / ou muscular. Os tecidos foram armazenados em microtubos e preservados em álcool 95%. Após a retirada dos tecidos, aplicou-se formaldeído 10 % nas cavidades corpóreas para fixação dos tecidos (Franco e Salomão 2002) e depois de 24 horas, conservados em etanol 70%. Alguns dos exemplares foram fotografados e/ou tiveram suas características morfológicas e padrões de coloração registrados in vivo. Os espécimes-testemunho foram coletados de acordo com as licenças concedidas pelo ICMBio/Sisbio (processos 28976-1, 35424-1, 40186-1, 40186- 2). A nomenclatura para identificar morfologicamente os exemplares coletados neste estudo segue a lista brasileira de répteis (Bérnils e Costa 2012) e Reptile Database (Uetz e Hošek 2014), considerando as recentes mudanças propostas por Gamble et al. (2011), Hedges e Conn (2012) e Harvey et al. (2012). Embora as espécies do gênero Anolis tenham sido recentemente realocadas em um novo gênero (Norops) por Nicholson et al. (2012), que foi posteriormente questionado por diversos pesquisadores (Poe 2013), foi adotado no presente artigo o nome Anolis para o gênero. Os exemplares foram identificados com a ajuda dos pesquisadores do projeto SISBIOTA grupo Herpetofauna.

Análises dos dados

A eficiência da amostragem em termos de representatividade da riqueza de espécies de uma dada região pode ser verificada a posteriori por meio da rarefação baseada em amostra (curva de acumulação de espécies). Sendo assim, para verificar se a riqueza das espécies de lagartos das seis áreas estudadas foram totalmente amostradas, foi utilizado o índice de Mao Tau (Sarmento-Soares et al. 2008). Com o intuito de se estimar o número potencial de espécies, foi utilizado o estimador de riqueza (Jackknife 2) (Smith e Van Belle, 1984). Esse estimador, faz uma estimativa da riqueza total somando a riqueza observada com um parâmetro calculado a partir do número de espécies raras e do número de amostras. Utiliza os uniques e o número de indivíduos que ocorrem em duas amostras (duplicates), sendo calculado pela equação:

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2 Q12m  3 Q2 m  2  S jack2  Sobs      m mm 1 

Onde:

Sjack2 = Estimativa Jacknife 2 da riqueza de espécies

Sobs = Número total de espécies observadas em todas as unidades amostrais

Q1 = Número de espécies “uniques” (que ocorreram em apenas uma amostragem)

Q2 = Número de espécies “duplicates” (que ocorreram em duas amostragens) m = Número total de amostragens

Para reforçar a estimativa do potencial número da riqueza de espécies também foi calculado o índice Chao 2 (Chao, 1987). Este índice se baseia na riqueza das espécies que ocorreram em uma ou duas amostras (respectivamente uniques e duplicates), tendo como pressuposto que quanto maior o número de espécies nestas condições, maior a chance de ser encontrado espécies ainda não amostradas na comunidade (Magurran, 2004).

O estimador de riqueza Chao 2 é calculado por:

2 Q1 Schao2  Sobs  2Q2

Onde:

Schao2 = Estimador de riqueza Chao 2

Sobs = Número total de espécies observadas em todas as unidades amostragens

Q1 = Número de espécies “uniques” (que ocorreram em apenas uma amostragens)

Q2 = Número de espécies “duplicates” (que ocorreram em duas amostragens)

Outro estimador utilizado foi o ICE (Incidence-based Coverage) (ICE) (Chazdon et al.1998), que permite determinar os limites para que uma espécie seja considerada infrequente (que ocorrem em poucas unidades amostrais). São consideradas infrequentes, espécies com incidência entre 1 e 10 indivíduos por área. Especificamente, estes três estimadores foram escolhidos dentre os inúmeros

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existentes e descritos na literatura (Colwell et al. 2012), conforme algumas recomendações. Por exemplo, Jackknife 2 é um dos estimadores menos influenciados pelo tamanho amostral (Palmer 1991, Colwell e Coddington 1994), Chao 2 é um estimador pouco influenciado pelo grau de agregação espacial das espécies nas amostras (Colwell e Coddington 1994) e ICE é um estimador que apresenta um desempenho superior aos demais para estimar a riqueza e verificar a suficiência amostral (Chazdon et al. 1998). As análises foram realizadas no programa EstimateS 9.1.0 (Colwell et al. 2012). O gráfico da suficiência da amostragem verificada com base na acumulação do número de espécies como uma função dos dias de amostragem usando os três estimadores não-paramétricos acima, e o estimador Mao Tau (Colwell et al. 2004) foram geradas com o auxílio do pacote estatístico R versão 3.0.2 (R Development Core Team, 2013).

Recursos de dados

Todos os tecidos coletados foram depositados na Coleção da Universidade Federal do Amazonas, (CTGA/UFAM), administrada pelo Laboratório de Evolução e Genética Animal (LEGAL) (CGEN, resolução No 75 de 26/08/04) e na Coleção de tecidos do Instituto Nacional de Pesquisas da Amazônia (INPA). Vouchers estão depositados na Coleção de Anfíbios e Répteis do Instituto Nacional de Pesquisas da Amazônia (INPA-H) e na Coleção de Zoologia Paulo Bürhnheim da UFAM (CZPB/UFAM), Manaus, Amazonas, Brasil. rio Jatapú, Amazonas, Brasil: Alopoglossus angulatus (CZPB 29-40); Ameiva ameiva (CZPB 33-45, INPA-H 34793, INPA-H 34793, INPA-H 34797, INPA-H 34795, INPA- H 34799); Anolis chrysolepis (INPA-H 31848); Anolis planiceps (INPA-H 31856); Anolis fuscoauratus (INPA-H 31854); Arthrosaura reticulata (CZPB 21-25, CZPB 21- 26, CZPB 25-34, CZPB 22-29; INPA-H 34830, INPA-H 34798, INPA-H 34827, INPA- H 34821, INPA-H 34846); Bachia panoplia (INPA-H 31847); Bachia flavescens (CZPB 25-35); Chatogekko amazonicus (CZPB 24-32, CZPB 27-38); Copeoglossum nigropunctatum (CZPB 21-27, CZPB 22-28, INPA-H 34805, INPA-H 34840); Gonatodes humeralis (CZPB 30-41, CZPB 30-42); Iphisa elegans elegans (CZPB 23- 31, CZPB 22-30, CZPB 28-39, INPA-H 34838, INPA-H 34807), Kentropyx calcarata (INPA-H 31712); Leposoma osvaldoi (CTGA_L_0142); Plica umbra umbra (CZPB 31- 43); Plica plica (CZPB 35-47); Ptychoglossus brevifrontalis (CZPB 26-36, CZPB 26-

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37); Thecadactylus rapicauda (CZPB 32-44); Tupinambis teguixiin (CZPB 34-46; INPA-H 34800, INPA-H 34796); Uranoscodon superciliosus (INPA-H 31724). Santa Isabel do Rio Negro, rio Ayuanã/ rio Darahá, Amazonas, Brasil: Ameiva ameiva (INPA-H 34826, INPA-H 34794); Anolis planiceps (INPA-H 34764); Arthrosaura reticulata (INPA-H 34796); Chatogekko amazonicus (INPA-H 34814, INPA-H 34783, INPA-H 34731, INPA-H 34786); Copeoglossum nigropunctatum (INPA-H 34809, INPA-H 34782, INPA-H 34775, INPA-H 34769); Enyalioides laticeps (INPA-H 34808); Gonatodes humeralis (INPA-H 34768, INPA-H 34787, INPA-H 34747); Iphisa elegans elegans (INPA-H 34779); Kentropyx pelviceps (INPA-H 34752); Kentropyx altamazonica (INPA-H 34813); Ptychoglossus brevifrontalis (INPA-H 34726, INPA-H 34728, INPA-H 34759); Pseudogonatodes guianensis (INPA-H 34776, INPA-H 34739, INPA-H 34781, INPA-H 34784); Thecadactylus solimoensis (INPA-H 34802); Tretioscincus oriximinensis (INPA-H 34785); Uranoscodon superciliosus (INPA-H 34803); Varzea bistriata (INPA-H 34814). Igarapé do Jacinto/ Rebio Abufari, Amazonas, Brasil: Alopoglossus angulatus (INPA-H 34780, INPA-H 34819, INPA-H 34770, INPA-H 34770); (INPA-H 34771, INPA-H 34767); Ameiva ameiva (INPA-H 34734, INPA-H 34792); Anolis fuscoauratus (INPA-H 34748); Anolis ortonii (INPA-H 34755); Anolis tandai (INPA-H 34757, INPA-H 34730, INPA-H 34729); Anolis transversalis (INPA-H 34753, INPA-H 34746); Arthrosaura reticulata (INPA-H 34735); Cercosaura argulus (INPA-H 34761, INPA-H 34760); Cercosaura ocellata ocellata (INPA-H 34732); Crocodilurus amazonicus (INPA-H 34804); Kentropyx pelviceps (INPA-H 34744, INPA-H 34824, INPA-H 34841); Leposoma osvaldoi (INPA-H 31124, INPA-H 31127, INPA-H 31119, INPA-H 31123, INPA-H 31126, INPA-H 31106, INPA-H 31112); Leposoma percarinatum (INPA-H 31107, INPA-H 31111, INPA-H 31110, INPA- H31122, INPA-H 31121, INPA-H 31105); Leposoma snethlageae (INPA-H 31104, INPA-H 31113, INPA-H 31116, INPA-H 31118, INPA-H 31117, INPA-H 31109, INPA- H 31120, INPA-H 31108, INPA-H 31114, INPA-H 31115) Flona Tapajós/Resex Tapajós-Arapiuns, Pará, Brasil: Ameiva ameiva (INPA-H 34750, INPA-H 34736, INPA-H 34810); Anolis tandai (INPA-H 34753, INPA-H 34778); Anolis planiceps (INPA-H 34745, INPA-H 34751, INPA-H 34723); Anolis punctatus INPA-H 34825); Arthrosaura reticulata (INPA-H 34742, INPA-H 34772, INPA-H 34738); Bachia flavescens (INPA-H 34766, INPA-H 34741); Cercosaura ocellata ocellata (INPA-H 34743, INPA-H 34737, INPA-H 34727); Cercosaura

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oshaughnessyi (CTGA_L_0522); Chatogekko amazonicus (INPA-H 34762, INPA-H 34777, INPA-H 34754); Copeoglossum nigropunctatum (INPA-H 34818, INPA-H 34817, INPA-H 34832); Gonatodes humeralis (INPA-H 34765, INPA-H 34756, INPA- H 34774, INPA-H 34740); Gonatodes hansemani (INPA-H 34773); Iguana i guana (INPA-H 34801); Kentropyx calcarata (INPA-H 34725, INPA-H 34823, INPA-H 34831, INPA-H 34724); Leposoma percarinatum (INPA-H 34763); Neuticurus bicarinatus (CTGA_L_0725); Plica umbra ochrocollaris (CTGA_L_0579); Flona Saracá-Taquera/ReBio Trombetas, Pará, Brasil: Anolis fuscoauratus (INPA-H 34842, INPA-H 34833); Anolis tandai (INPA-H 34829); Anolis chrysolepis (INPA-H 34822, INPA-H 34820); Arthrosaura reticulata (INPA-H 34845, INPA-H 34843, INPA- H 34837, INPA-H 34844); Bachia flavescens (INPA-H 34811, INPA-H 34816); Chatogekko amazonicus (INPA-H 34835); Copeoglossum nigropunctatum (INPA-H 34828); Iphisa elegans elegans (INPA-H 34836); Kentropyx calcarata (INPA-H 34815, INPA-H 34812); Neuticurus ecpleopus (CTGA_L_0867); Tretioscincus agilis (CTGA_L_0907); rio Japurá, Amazonas, Brasil: Anolis auratus (CTGA_L_0995); Bachia peruana (CTGA_L_1043); Cercosaura bassleri (CTGA_L_1183); Lepidoblepharis heyerorum (CTGA_L_1096); Leposoma parietale (CTGA_L_1194); Neuticurus racenisi (UFAM: CTGA_L_1021).

Resultados e Discussão

Ao total foram registradas 53 espécies, distribuídas em 9 famílias e 27 gêneros (Tabela 1, Anexo A). As áreas apresentaram entre 17 a 30 espécies de lagartos, sendo que a localidade com menor riqueza de espécies foi Santa Isabel do rio Negro (rio Darahá/rio Ayuanã) com 17 espécies registradas e a área com maior número de riqueza de espécies foi o rio Japurá, com 30 espécies registradas (Tabela 1, Anexo A). Fotos dos espécimens representativos de quatro das seis áreas são mostradas na figura 2 (A-F, Anexo B). A família mais representativa em todas as áreas foi Gymnophthalmidae (n = 22, 41.50%), seguida por Dactyloidae (n = 8, 15.09 %), Teiidae (n = 7, 13.20 %); Sphaerodactylidae (n = 6, 11.32 %); Tropiduridae (n = 4, 7.54 %); Mabuyidae e Phyllodactylidae (n = 2, 3.77 % cada). Para as famílias e Iguanidae apenas uma espécie foi registrada (Tabela 1, Anexo A).

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Seis espécies (11.3%) foram compartilhadas em todas as seis áreas inventariadas (Tabela 1, Anexo A). As três áreas localizadas no Escudo Cristalino das Guianas compartilharam 8 espécies (15.09%), com registro de Anolis chrysolepis apenas nessas três áreas. 15 espécies (28.30%) foram compartilhadas nas duas áreas localizadas na bacia Sedimentar, com registro de Alopoglossus atriventris apenas para essas duas áreas (Tabela 1, Anexo A). 11 espécies (1120.75%) foram coletados em ambas as margens da localidade correspondente ao rio Jatapú, com 9 espécies (16.98%) coletadas apenas na margem direita e 4 espécies (7.54%) na margem esquerda (Tabela 1, Anexo A). 10 espécies (18.86%) foram coletadas em ambas as margens da localidade correspondente a Santa Isabel do rio Negro, com 6 espécies (11.32%) na margem direita e uma espécies (1.88%) na margem esquerda. Na área do Igarapé do Jacinto/Rebio Abufari, 32.07% das espécies foram coletadas em ambas as margem, com 9 espécies (16.98%) na margem direita e 3 espécies (5.66%) na margem esquerda. Para a Flona Tapajós/Resex Tapajós- Arapiuns, 13 espécies (24.52%) das espécies foram coletadas em ambas as margem, com 8 espécies (15.09%) na margem direita e 7 espécies (13.20%) na margem esquerda. Na Flona Saracá-Taquera/ ReBio Trombetas, 10 espécies (18.86%) foram coletadas em ambas as margens, sendo 9 espécies (16.98%) apenas na margem direita e 3 espécies (5.66%) na margem esquerda. No rio Japurá, 14 espécies (26.41%) foram coletadas em ambas as áreas, com 13 espécies (24.52%) na margem direita e 2 espécies (3.77%) apenas na margem esquerda (Tabela 1, Anexo A). A riqueza encontrada em campo para a área do rio Jatapú (n = 24 espécies) representou 70.58%, 85.71% e 82.75% da riqueza média estimada por Jackknife 2, Chao 2 e ICE. Para a área de Santa Isabel do Rio Negro (rio Ayanã/Darahá), a riqueza encontrada em campo (n = 17 espécies) representou 68.00%, 85.00% e 77.27% da riqueza média estimada com os três estimadores. Na Rebio Abufari/Igarapé do Jacinto, a riqueza encontrada (n = 29 espécies) representou 82.85%, 93.54% e 90.62% da riqueza média prevista com os três estimadores. Na área da Flona Tapajós/Resex Tapajós- Arapiuns, foi estimada entre 87.50%, 62.22% e 68.29% como riqueza média prevista com os três estimadores, com n = 28 espécies encontrada em campo. Entre 56.41% a 100%, respectivamente foi a riqueza média estimada na Flona Saracá-Taquera/ReBio Trombetas, com n = 22 espécies, encontrada em campo. Sendo assim, poderíamos considerar que encontramos a totalidade de espécies esperadas para essa área, porém com base em um inventário realizado na Flona Saracá-Taquera (Morato et al. 2014), a totalidade das espécies esperadas para essa localidade não foram atingidas. Na área do

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rio Japurá a riqueza média prevista com os três estimadores foi de 76.92%, 88.23% e 88.23%, com n = 30 espécies, encontrada em campo. Os valores dos três estimadores de riqueza para as seis localidades encontram-se na Tabela 2, Anexo C.

Considerações sobre algumas das espécies

As seis espécies compartilhadas em todas as áreas, Gonatodes humeralis, Anolis fuscoauratus, Arthrosaura reticulata, Copeoglossum nigropunctatum, Ameiva ameiva e Uranoscodon superciliosus, são espécies com ampla distribuição geográfica pela bacia Amazônica. Gonatodes humeralis é um dos muitos lagartos comuns na região Amazônica, sendo encontrada em quase toda a Floresta Amazônica, em ambientes de floresta primária ou secundária, em ambientes de várzea ou de áreas úmidas, nas florestas de galeria do Brasil Central, e em algumas ilhas, como Trinidad e Tobago (Vitt et al. 2008; Ávila-Pires et al. 2012, Cole et al. 2013, Prudente et al. 2013). Da mesma forma que Gonatodes humeralis, a espécie Anolis fuscoauratus é comumente encontrada na região Amazônica, em vegetação, troncos, galhos ou cipós (Vitt et al. 2008). Essa espécie é distribuída em boa parte do norte da América do Sul a leste dos Andes, Mata Atlântica, leste do Brasil, onde se estende ao sul até o Estado do Espírito Santo (Vitt et al. 2008). Arthrosaura reticulata é encontrada na região Amazônica, no Brasil, Guiana Francesa, Guiana, Colômbia, Equador e , na floresta primária ou secundária, em bordas de matas (Ávila-Pires, 1995). Copeoglossum nigropunctatum é um lagarto heliotérmico, que habita o interior das florestas tropicais, embora muitas vezes possa ser encontrado em áreas abertas na floresta (clareiras naturais e ambientes de borda), em galhos, troncos caídos e em ambientes perturbados (Vitt et al. 2008). Com ampla distribuição em toda a Amazônia brasileira, estendendo-se ao sul até o estado brasileiro de Mato Grosso do Sul, sendo encontrado também na Mata Atlântica brasileira (Vitt et al. 2008). Evidênicas filogenéticas mostram que C. nigropunctatum é um complexo que inclui várias espécie crípticas (Miralles e Carranza 2010, Hedges e Conn 2012). Ameiva ameiva é uma espécie que pode ser encontrada em uma ampla variedade de ambientes, em áreas de floresta, de vegetação aberta (clareiras naturais), em áreas antropizadas e em cidades (Colli 1991, Sartorius et al. 1999), estando distribuída no Novo Mundo, ocorrendo desde o sul do México, América Central em grande parte das áreas tropicais e subtropicais da América do Sul (Vitt et al. 2008). Várias subespécies já foram

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reconhecidas para A. ameiva (Peters e Donoso-Barros 1970), porém a maioria dos autores adotam uma visão conservadora e a consideraram como uma espécie monotípica, com ampla distribuição (Ávila-Pires 1995). Uranoscodon superciliosus é uma espécie da família Tropiduridae, com distribuição no Brasil (estados do Amazonas, Maranhão, Pará, Amapá, Roraima e Rondônia), Guiana, , Guiana Francesa, , Colômbia, Peru e Bolívia (Beni) (Ávila-Pires 1995). Tipicamente encontrado em áreas nas proximidades de córregos (zonas ripárias) ou em áreas inundadas (igapós), exibindo fidelidade considerável para este tipo de ambiente (Vitt et al. 2008). A espécie A. chrysolepis coletada apenas nas áreas correspondente ao Escudo Cristalino das Guianas, corrobora com a endemicidade sugerida por Ávila-Pires et al. (2010), que afirmou que a espécie é endêmica de áreas localizadas nesse escudo. Até recentemente, essa espécie era considerada um complexo de espécies, agrupada em cinco subespécies, a saber: A. chrysolepis chrysolepis, A. chrysolepis planiceps, A. chrysolepis scypheus, A. chrysolepis tandai, A. chrysolepis brasiliensis, sendo todas posteriomente elevadas ao status de espécies com base em dados morfológicos e moleculares (D’Angiolella et al. 2011). Assim como A. chrysolepis, a espécie fossorial e não heliotérmica, Bachia panoplia também é endêmica do Escudo Cristalino das Guianas, porém, com registro no presente estudo apenas para o rio Jatapú em sua margem direita (Tabela 1, Anexo A). A espécie foi registrada em um inventário feito na FLOTA Faro, área localizada no Escudo Cristalino das Guianas (Ávila-Pires et al. 2010). Alopoglossus atriventris, espécie esta coletada apenas nas duas áreas localizadas RebioAbufari/Igarapé do Jacinto e rio Japurá, é um lagarto da família Gymnophthalmidae, encontrada na serapilheira da floresta tropical na bacia Amazônica, mais comumente em floresta de terra firme (Ávila-Pires 1995, Vitt et al. 2007), com ocorrência apenas para a parte Ocidental da Amazônia brasileira, Peru, Equador e Colômbia (Köhler et al. 2012). As espécies menos frequentes foram Cnemidophorus lemniscatus lemniscatus e Neusticurus bicarinatus, coletados apenas na margem direita do rio Tapajós (Flona Tapajós) e a espécie Cercosaura oshaughnessyi, na margem esquerda do rio Tapajós (Resex Tapajós-Arapiuns) (Tabela 1, Anexo A). Cnemidophorus lemniscatus lemniscatus, é considerado um complexo de espécies, encontrado em áreas abertas ao norte do Amazonas, sendo bastante difundida no estado do Pará, sul do Amazonas

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(Ávila-Pires 1995). A biologia, sistemática e ecologia do complexo de espécie Cnemidophorus lemniscatus lemniscatus têm sido extensivamente estudada (Peters e Donoso-Barros 1970, Cole e Dessauer 1993, Ugueto et al. 2009, Mojica et al. 2003). Em uma recente revisão, os autores propuseram uma taxonomia revisada para o gênero Cnemidophorus (Harvey et al. 2012). A espécie também foi coletada em uma área nas proximidades do rio Curuá-Una, afluente da margem direita do Amazonas, 18.0 km a leste da cidade de Santarém, estado do Pará, Brasil (Ávila-Pires et al. 2009). Neusticurus bicarinatus é um lagarto diurno, semiaquático, sendo encontrado nas proximidades de corpos de água, como córregos, igarapés e pântanos (Ávila-Pires 1995, Martins 1991). Distribui-se pelo nordeste da América do Sul, no leste da Venezuela, Guiana, Suriname, Guiana Francesa e Brasil (Ávila-Pires 1995), sendo considerado endêmico da regiões biogeográficas, Guiana, Belém e Xingu (Ávila-Pires et al. 2010), apesar de que a Flona Tapajós, encontra-se na região biogeográfica Tapajós. A espécie também foi coletada na Estação Ecológica Grão-Pará, parte central e norte, área localizada no Escudo Cristalino das Guianas (Ávila-Pires et al. 2010). Cercosaura oshaughnessyi distribui-se no Peru, Colômbia, Equador, Guiana Francesa e Brasil (Amazonas e Amapá) (Uetz e Hošek 2014), também sendo encontrada em outro inventário no rio Juruá (Ávila-Pires et al. 2009). As espécies Anolis auratus e Bachia peruana, foram coletadas apenas na margem direita do rio Japurá e as espécies Leposoma parietale e Neusticurus racenisi, em ambas as margens do rio Japurá. Anolis auratus é um lagarto diurno, heliotérmico, sendo encontrado na Guiana Francesa, Suriname, Guiana, Venezuela, Colômbia, norte do Panamá e Brasil (Ávila-Pires 1995). No Brasil ocorre em enclaves de formação abertas ao longo da Amazônia (Pará e leste do Amazonas) e nos estados do Amapá e Roraima (Ávila-Pires 1995). Esta espécie também foi coletada por Ávila-Pires et al. (2010) na Estação Ecológica Grão-Pará, parte central e por Mendes-Pinto e Souza (2011) na Floresta Nacional do Trairão, ambos no estado do Pará, Brasil. A espécie Bachia peruana é encontrada no Peru e no Brasil, nos estados do Acre e Amazonas, sendo relatada pela primeira vez no Brasil, no estado do Acre (Ávila-Pires 1995). Leposoma parietale, uma espécie da família Gymnophthalmidae, é encontrada no sudeste da Colômbia, Venezuela (no estado de Táchira), leste do Equador, nordeste do Peru e Brasil (Uetz e Hošek 2014), em floresta primária, secundária, bordas de floresta, clareiras, em meio à serapilheira e em pequenos troncos (Ávila-Pires 1995). Essa espécie apresenta caracteres em comum com Leposoma osvaldoi, como por

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exemplo, a presença de um faixa lateral escura, no entanto, cada espécie tem uma combinação única de caracteres próprios (Ávila-Pires 1995). Neusticurus racenisi também incluida na família Gymnophthalmidae é uma espécie encontrada na Venezuela e em Roraima, Brasil na Serra de Parima, em altitudes entre 400 a 1.215 m (Ávila-Pires 1995), não tendo sido até então relatada para o estado do Amazonas, Brasil. A espécie Varzea bistriata foi coletada apenas na margem direita do rio Purus (Rebio Abufari) e as espécies Leposoma snethlageae e Thecadactylus solimoensis apenas na margem esquerda do rio Purus (Igarapé do Jacinto) (Tabela 1, Anexo A). A distribuição de Varzea bistriata ainda não é clara, em virtude da espécie ser confundida com a espécie Copeoglossum nigropunctatum (Uetz e Hošek 2014), mas segundo Uetz e Hošek (2014) é uma espécie que distribui-se pela Guiana Francesa, Bolívia e Brasil (estados do Amazonas, Pará, Amapá e Rio de Janeiro). Leposoma snethlageae é encontrada no Brasil a sudoeste do estado do Amazonas, até pelo menos o Porto de Urucu, rio Urucu e município de Tabatinga, Amazonas, Brasil (Uetz e Hošek 2014). Thecadactylus solimoensis é uma espécie da família Phyllodactylidae, sendo descrita recentemente por Bergmann e Russel (2007). A espécie apresenta ampla distribuição geográfica, abrangendo ambientes tropicais a leste dos Andes no Equador, Peru, Bolívia e nos estados de Rondônia e Amazonas, Brasil (Bergmann e Russel 2007). As espécies Varzea bistriata, Thecadactylus solimoensis e Leposoma snethlageae também foram encontradas em um inventário feito por Waldez et al. (2013), na Reserva de Desenvolvimento Sustentável Piagaçu-Purus (RDS-PP), região do baixo rio Purus na Amazônia Central, área contígua a Reserva Biológica do Abufari (Rebio Abufari). A espécie Leposoma osvaldoi foi coletada apenas nas margens direita dos rios Jatapú, Purus (Rebio Abufari) e Tapajós (Flona Tapajós). L. osvaldoi é uma espécie com ocorrência no Brasil, nos estados de Rondônia, Mato Grosso, Amazonas e Pará (Uetz e Hošek 2014), sendo primeiramente descrita por Ávila- Pires (1995) nos estados de Rondônia e Mato Grosso e posteriormente por Pinto (1999). Pellegrino et al. (2011) relataram a ocorrência da espécie no estado do Amazonas, apesar de que os autores sugerem que as populações do estado do Amazonas possam ser na verdade um táxon ainda não descrito. Tretioscincus agilis foi registrada apenas nas margens direita dos rios Purus (Rebio Abufari) e Trombetas (Flona Saracá-Taquera) e a espécie Tretioscincus oriximinensis apenas nas margens direita dos rios Darahá, em Santa Isabel do rio Negro e Trombetas (Flona Saracá-Taquera). T. agilis é um lagarto diurno, heliotérmico, com

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distribuição na Guiana, Suriname, Guiana Francesa, Venezuela, Colômbia e Brasil (estados do Pará e Amazonas) (Ávila-Pires 1995, Uetz e Hošek 2014). A espécie foi considerada endêmica das regiões biogeográficas, Guiana, Belém e Xingu por Ávila- Pires et al. (2010), apesar de que a Rebio Abufari encontra-se na região biogeográfica Inambari. Tretioscincus oriximinensis é um lagarto terrícola, encontrado em meio à serapilheira ou sobre ambientes rochosos (Morato et al. 2014) em países como Venezuela (território Amazônico), Colômbia e nos estados do Amazonas e Pará, Brasil (Uetz e Hošek 2014), sendo descrita por Ávila-Pires (1995) com base em um exemplar encontrado na vila de Oriximiná, estado do Pará, Brasil. Como exemplificado, alguns dos táxons foram restritos a determinadas localidades e margens. Estudos com diversos grupos taxonômicos têm mostrado que os rios da bacia Amazônica e seus afluentes funcionam como barreiras (Wallace, 1852), reduzindo ou inibindo o fluxo gênico entre as populações de táxons irmãos que habitam margens opostas de um mesmo rio, levando consequentemente à diferenciação e especiação das mesmas. Em um estudo com espécies de anuros, os autores registraram cinco espécies de anuros diurnos confinadas apenas na margem esquerda do rio Madeira, Brasil e uma espécie restrita apenas à margem direita, o que indica que esse rio funciona como uma barreira, limitando a distribuição das espécies de anuros (Dias- Terceiro et al. 2015).

Comparação com outros estudos

Riqueza similar de espécies de lagartos inventariadas em diferentes tipos de paisagens florestais pode ser encontrada quando se empregam esforços de coleta e estratégias de amostragens similares (Waldez et al. 2013). Sendo assim, os números de espécies encontradas em cada uma das seis localidades, que variou de 17 a 30 espécies, estão de acordo com o registrado em outros inventários de lagartos feitos em áreas da bacia Amazônica feitos em até cinco semanas e com métodos similares de coleta. Pode- se citar como exemplos, o inventário de Bernardo et al. (2012), feito na Reserva Biológica do Tapirapé (REBIOTA), uma área de Floresta Amazônica, localizado na região sudeste do estado do Pará, Brasil, conhecida pela intensa indústria de mineração. Nesse trabalho, os autores encontraram 14 espécies de lagartos em 21 dias de coleta nas estações seca e chuvosa, utilizando como metodologias de coletas pitfalls e busca ativa. Outro exemplo é o trabalho de França e Venâncio (2010), no qual os autores

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encontraram 19 espécies de lagartos em um inventário realizado no município de Boca do Acre, localizado a sudoeste do estado do Amazonas, Brasil em 23 dias de coleta na estação chuvosa. Ilha e Dixo (2010), em 38 dias de coleta em uma área de terra-firma da Amazônia Central, município de Rio Preto da Eva, Brasil, encontraram 20 espécies de lagartos, por meio de pitfalls e busca ativa. Mendes-Pinto e Souza (2011) em 18 dias de coleta na Floresta Nacional do Trairão, localizado na parte sudoeste do estado do Pará, Brasil, encontraram 23 espécies de lagartos.

Eficiência da amostragem em termos de representatividade da riqueza

Tão importante quanto o uso de métodos complementares de coleta é a verificação da eficiência de amostragem em termos de representatividade da riqueza de espécies em uma dada região (Colwell et al. 2012), que no presente trabalho foram verificados por meio de três estimadores não-paramétricos de riqueza: Jackknife 2, Chao 2 e ICE. As curvas de acumulação de espécies de Mao Tau não alcançaram uma assíntota (Figura 3), mostrando que a riqueza das comunidades não foram amostradas completamente, fato esse confirmado com os três estimadores de riqueza utilizados (Jackknife 2, Chao 2 e ICE). Por não alcançar a assíntota, os estimadores apresentaram número de espécies superiores à riqueza amostrada nas seis áreas (Tabela 2, Anexo C). De fato, a riqueza total das espécies de lagartos nas seis áreas inventariadas não foram totalmente amostradas, mas foram amostradas espécies comuns, com ampla distribuição pela bacia Amazônica e espécies com distribuição mais restrita a certas áreas e ambientes. Porém, em todas as áreas, foi conseguido um sucesso amostral de 80% em média, o que indica que o número de espécies nas seis áreas provavelmente esteja próximo da diversidade real de espécies esperadas para cada localidade. No entanto, é sabido que para conhecer a verdadeira riqueza e a diversidade herpetofaunística em uma determinada área da bacia Amazônica brasileira, bem como coletar o maior número possível de espécies raras e com distribuições restritas, é necessário estudos a longo prazo, com grande esforço de amostragem, conforme estudos feitos por Vitt et al. (2008), em uma área de floresta de terra firme próxima à cidade de Manaus, Amazonas, a Reserva Florestal Adolfo Ducke, onde foram registradas 35 espécies de lagartos. Em outro inventário feito por Waldez et al. (2013) na Reserva de Desenvolvimento Sustentável Piagaçu-Purus, os autores encontradas 34 espécies de lagartos. Sendo assim, propõe-se um maior esforço de coleta em termos de dias de coleta, nas áreas que

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apresentaram menores números de riqueza de espécies (rio Ayuanã/Darahá e Flona Saracá-Taquera/ReBio Trombetas). Atribui-se também o menor número de espécies registradas nessas duas áreas, em virtude dos meses de amostragem, que corresponde à estação chuvosa na Amazônia brasileira.

Considerações finais

A riqueza de espécies, em particular, continua a ser um dos principais parâmetros que podem ser usados para explicar os padrões de biodiversidade de uma determinada área, sendo um dos componentes centrais em muitos estudos que visam a conservação e o manejo das espécies (Xu et al. 2008). Sendo assim, este estudo propôs conhecer a composição e a riqueza das espécies de lagartos em seis áreas da Amazônia brasileira, conforme objetivos similares aos Rapid Biological Inventories (sensu Hayden 2007), sendo direcionados a inventários em áreas não amostradas ou pouco amostradas e com alta relevância biológica. Algumas das áreas inventariadas são consideradas áreas prioritárias para novos inventários (a saber, Bacia do alto rio Negro; Bacia do rio Tapajós; Bacia do rio Japurá e Bacia do rio Purus), conforme recomendações do MMA/SBF (2002). Embora preliminares, os inventários nas seis área da bacia Amazônica apresentados neste artigo trazem importantes contribuições para o entendimento da distribuição e composição das espécies de lagartos em mais seis áreas da bacia Amazônica. Numa perspectiva atemporal, os seis inventários permitirão responder perguntas que envolvam filogeografia, biogeografia e filogenética de comunidades em outros estudos. Assim, os estudos das relações evolutivas entre os grupos, bem como os padrões de distribuição das espécies de lagartos amazônicos poderão ser melhor investigadas. Além disso, as coleções herpetológicas do Instituto Nacional de Pesquisas da Amazônia (INPA - H) e da Coleção Zoológica Paulo Bürhnheim da Universidade Federal do Amazonas (CZPB/UFAM) foram enriquecidas com a inclusão dos espécimens que foram coletados. Foram encontrados riquezas similares ao de outros inventários realizados na bacia Amazônica e o número de espécies provavelmente esteja próximo da real diversidade de espécies esperadas para cada localidade com sucesso amostral de 80% em média. As diferenças na riqueza de espécies entre as localidades são inerentes a cada área.

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Figura 3. Amostragem baseado na curva de rarefação das espécies de lagartos coletadas nas seis áreas inventariadas no presente estudo. O eixo X é o número de espécies coletadas por dia e o eixo Y representa a estimativa do número de espécies. A riqueza das espécies foram estimados através dos estimadores Jackknife 2, Chao 2, ICE e Mao Tau.

Agradecimentos: Agradecemos ao Julio do Vale pela ajuda com a logística em duas áreas de coleta (Santa Isabel do rio Negro e Igarapé do Jacinto/Rebio Abufari);

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Sebastião Batista e os comunitários pela ajuda com a abertura das trilhas nas seis áreas de coleta, Fabricio Baccaro pela ajuda com os gráficos de rarefação, Fabio Muniz e María Doris Escobar Lizarazo pela leitura do primeiro manuscrito. Um agradecimento especial vai para todos os participantes do projeto SISBIOTA grupo Herpetofauna. Apoio logístico e financeiro foi fornecido pelo CNPq/SISBIOTA-BioPHAM 563348/2010 e FAPEAM 021/2011-Universal Amazonas. Os inventários aqui mostrados são baseados nas coletadas feitas pelo projeto Sisbiota / Rede - BioPHAM (Sistema Nacional de Pesquisa em Biodiversidade / Rede de investigação para ampliar o conhecimento sobre a biodiversidade de vertebrados da Amazônia brasileira com aplicações para o seu uso e conservação). D. P. Oliveira e E. A. Oliveira tiveram bolsa de pesquisa da CAPES; S. M. Souza bolsa de pesquisa da FAPESP; R. R. R. Zamora teve bolsa de pesquisa do CNPq; V. T Carvalho bolsa de pesquisa da FAPEAM e T. Hrbek contou com uma bolsa de pesquisa do CNPq durante o estudo.

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ANEXO A

Tabela 1. Espécies de lagartos registradas nas seis áreas invetariadas. D, E e D-E, indicam margem direita, margem esquerda e margens direita- esquerda, correspondentes às margens onde as espécies foram coletadas, respectivamente.

Nome das espécies por família Área 1 Área 2 Área 3 Área 4 Área 5 Área 6 Dactyloidae Fitzinger, 1843 Anolis auratus Daudin, 1802 D Anolis chrysolepis Duméril e Bibron, 1837 D, E D, E D Anolis fuscoauratus D’Orbigny, 1837 D, E D D, E D D, E D, E Anolis ortonii Cope, 1868 D Anolis planiceps Troschel 1848 D, E D, E D, E Anolis punctatus Daudin, 1802 E E D Anolis tandai Avila-Pires, 1995 D, E D, E D, E Anolis transversalis Duméril, 1851 D, E D Gymnophthalmidae Merrem, 1820 Alopoglossus angulatus (Linnaeus, 1758) E D, E D, E Alopoglossus atriventris Duellman, 1973 D, E D, E Arthrosaura reticulata (O' Shaughnessy, 1881) D, E D, E D, E D, E D, E D, E Bachia flavescens (Bonnaterre, 1789) D E D Bachia panoplia Thomas, 1965 D Bachia peruana (Werner, 1901) D Cercosaura argulus Peters, 1863 D D Cercosaura ocellata ocellata Wangler, 1830 D, E D, E Cercosaura ocellata bassleri Ruibal, 1952 D Cercosaura oshaughnessyi (Boulenger, 1885) E

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Iphisa elegans elegans Gray, 1851 D, E D, E D, E D, E D Leposoma guianense Ruibal, 1952 E D E Leposoma percarinatum (Müller, 1923) D D, E E D, E D Leposoma parietale (Cope, 1885) D, E Leposoma osvaldoi Ávila-Pires, 1995 D D D Leposoma snethlageae Ávila-Pires, 1995 E Neusticurus bicarinatus (Linnaeus, 1758) D Neusticurus ecpleopus Cope, 1876 D D, E Neusticurus racenisi Roze, 1958 D, E Ptychoglossus brevifrontalis Boulenger, 1912 D D, E D D D, E Tretioscincus agilis (Ruthven, 1916) D D Tretioscincus oriximinensis Ávila-Pires, 1995 D D Hoplocercidae Frost & Etheridge, 1989 Enyalioides laticeps (Guichenot, 1855) D, E D, E Iguanidae Gray, 1827 Iguana iguana iguana (Linnaeus, 1758) D, E E E D Mabuyidae Mittleman, 1952 Copeoglossum nigropunctatum (Spix, 1825) D, E D D, E D, E D D Varzea bistriata (Spix, 1825) D

Phyllodactylidae Gamble, Bauer, Greenbaum & Jackman, 2008 Thecadactylus rapicauda (Houttuyn, 1782) D E E D Thecadactylus solimoensis Bergmann & Russell, 2007 E Sphaerodactylidae Underwood, 1954 Chatogekko amazonicus (Anderson, 1918) D D, E D, E D, E D Coleodactylus septentrionalisVanzolini, 1980 E Gonatodes hasemani Griffin, 1917 D D, E Gonatodes humeralis (Guichenot, 1855) E D, E D, E D, E D, E D, E

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Lepidoblepharis heyerorum Vanzolini, 1978 D, E Pseudogonatodes guianensis (Parker, 1935) D D, E E Teiidae Merrem, 1820 Ameiva ameiva(Linnaeus, 1758) D, E D, E D, E E D, E D, E Cnemidophorus lemniscatus lemniscatus (Linnaeus, 1758) D Crocodilurus amazonicus Spix, 1825 D D Kentropyx altamazonica (Cope, 1876) D, E D Kentropyx calcarata Spix, 1825 D, E D, E D, E Kentropyx pelviceps Cope, 1868 E D, E D D, E Tupinambis teguixin (Linnaeus, 1758) D, E D D Tropiduridae Bell in Darwin, 1843 Plica plica (Linnaeus, 1758) E D D, E D, E Plica umbra umbra (Linnaeus, 1758) D, E D D, E Plica umbra ochrocollaris (Spix, 1825) D, E D, E D, E Uranoscodon superciliosus (Linnaeus, 1758) D D, E D, E D D, E D Número de espécies 24 16 29 28 22 30 Dia de amostragem 19 20 20 23 21 29 Mês da amostragem Março/Abril Março/Abril Agosto Agosto/Setembro Novembro/Dezembro Agosto/Setembro Estação estação chuvosa estação chuvosa estação seca estação seca estação chuvosa estação seca Escudo Cristalino Escudo Cristalino Escudo Cristalino das Bacia Região Biogeográfica das Guianas e Bacia Sedimentar Escudo do Brasil-Central das Guianas Guianas Sedimentar Bacia Sedimentar

As áreas foram indicadas de A1 a A6. A1 corresponde a área do rio Jatapú (margens esquerda e direita do rio); A2 corresponde a área de Santa Isabel do rio Negro, Amazonas (rio Darahá, afluente da margem direita do rio Negro e Ayuanã, afluente da margem direita); A3 Reserva Biológica do Abufari (Rebio Abufari), Amazonas, margem esquerda rio Purus e Igarapé do Jacinto nas proximidades do Parque Nacional Nascente do Lago Jari (Parna Jari), Amazonas, margem direita rio Purus; A4 Floresta Nacional do Tapajós (Flona Tapajós), Pará, margem direita

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rio Tapajós e Reserva Extrativista Tapajós-Arapiuns (Resex Tapajós-Arapiuns), Pará, margem esquerda rio Tapajós; A5 Floresta Nacional Saracá- Taquera (Flona Saracá-Taquera), Pará, margem direita do rio Trombetas e Reserva Biológica Trombetas (ReBio Trombetas), Pará, margem esquerda do rio Trombetas e A6 Japurá, Amazonas (margens esquerda e direita do rio).

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ANEXO B

Figura 2.A. Algumas das espécies de lagartos da área Figura 2.B. Algumas das espécies de lagartos do rio

central do rio Jatapú. (1) Copeoglossum Ayuanã/Darahá. (1) Arthrosaura cf. reticulata, (2) nigropunctatum (2) Anolis fuscoauratus, (3) Anolis Tretioscincus sp. (3) Enyalioides laticeps (fêmea), chrysolepis, (4) Bachia panoplia, (5) Alopoglossus (4) Enyalioides laticeps (detalhe da cabeça), (5) angulatus, (6) Arthrosaura reticulata, (7) Leposoma Plica plica, (6) Plica plica (juvenil), (7) guianense macho, (8) Leposoma guianense fêmea Copeoglossum nigropunctatum, (8) Kentropyx (Foto: S. M. Souza) pelviceps (juvenil) (Foto: V. T. Carvalho)

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Figura 2.C. Algumas das espécies de lagartos da Figura 2.D. Algumas das espécies de lagartos da

Rebio Abufari/Igarapé do Jacinto. (1) Chatogekko Rebio Abufari/Igarapé do Jacinto. (1) Ameiva amazonicus, (2) Alopoglossus atriventris, (3) ameiva, (2) Kentropyx pelviceps, (3) Anolis tandai Arthrosaura cf. reticulata, (4) Cercosaura argulus, (macho), (4) Anolis tandai (apêndice gular), (5) (5) Iphisa elegans, (6) Cercosaura ocellata, (7) Anolis tandai (fêmea), (6) Anolis tandai (apêndice Leposoma snethlageae,( 8) Copeoglossum gular), (7) Anolis transversalis (fêmea), (8) Anolis nigropunctatum (Foto: V. T. Carvalho) transversalis (apêndice gular) (Foto: V. T. Carvalho)

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Figura 2.E. Algumas das espécies de lagartos do rio Figura 2.F. Algumas das espécies de lagartos do

Japurá. (1) Anolis sp., (2) Anolis sp. (apêndice gular), rio Japurá. (1) Arthrosaura cf. reticulata, (2) (3) Anolis punctatus (fêmea), (4) Anolis fuscoauratus, Bachia peruana, (3) Cercosaura ocellata (macho), (5) Chatogekko amazonicus, (6) Thecadactylus (4) Cercosaura ocellata, (5) Leposoma sp., (6) rapicauda, (7) Alopoglossus angulatus, (8) Neusticurus cf. racenisi, (7) Enyalioides laticeps Alopoglossus atriventris (Foto: V. T. Carvalho) (macho), (8) Uranoscodon superciliosus (Foto: V. T. Carvalho)

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Anexo C

Tabela 2. Valores calculados dos estimadores de riqueza de espécies Jacknife 2, Chao 2 e ICE, com base nas amostragens feitas nas seis comunidades na Amazônia brasileira

Riqueza estimada Localidades Riqueza observada (sp) Jackknife 2 Chao 2 ICE rio Jatapú 24 34 28 29 rio Ayuanã/Darahá 17 25 20 22 Rebio Abufari/Igarapé do Jacinto 29 35 31 32 Flona Tapajós/Resex Tapajós-Arapiuns 28 45 41 39 Flona Saracá-Taquera/ReBio Trombetas 22 20 21 22 rio Japurá 30 39 34 34

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CAPÍTULO III

Lagartos da Amazônia brasileira: uma estimativa das relações filogenéticas de seis comunidades

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Lagartos da Amazônia brasileira: uma estimativa das relações filogenéticas de seis comunidades

Deyla Paula de Oliveira 1, Tomas Hrbek1*

1 Laboratório de Evolução e Genética Animal (LEGAL), Departamento de Biologia (ICB), Universidade Federal do Amazonas (UFAM), Av. Rodrigo Octávio Jordão Ramos, 3000, 69077-000, Manaus - AM, Brasil.

* Correspondência para: Deyla Paula de Oliveira Fone: + 55 (92) 8255-9486. Email: [email protected]

RESUMO: Durante as últimas décadas um grande esforço tem sido feito, com o intuito de entender a alta biodiversidade registrada na região Amazônica. Uma parte importante dessa discussão é entender os fatores reponsáveis pela estruturação das comunidades. Neste estudo, foi utilizado dados do marcador mitocondrial CO1 (DNA barcode), com o objetivo de analisar a estrutura filogenética de seis comunidades de lagartos da Amazônia brasileira. Foi calculado a alfa-diversidade filogenética por meio das métricas diversidade filogenética de Faith’s (PD), distância filogenética média par-a-par (MPD) e a distância média do táxon mais próximo (MNTD) e a beta diversidade filogenética. Foram apresentados resultados preliminares sobre a estrutura filogenética de seis comunidades de lagartos da Amazônia brasileira com indícios de agrupamento filogenético em três comunidades e dispersão filogenética nas outras três comunidades analisadas.

Palavras-chave: Biodiversidade, comunidades, filogenética.

INTRODUÇÃO

Nos últimos anos, estudos com comunidades de espécies tem focado nos mecanismos e processos que influenciam a riqueza, composição e os padrões filogenéticos que estruturam tais comunidades (Webb, 2000; Webb et al., 2002), fornecendo dados para o entendimento da biodiversidade encontrada nessas comunidades para diversos grupos taxômicos (Economo et al., 2015). Frequentemente,

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as explicações para os principais processos e padrões responsáveis pela estruturação em comunidades de espécies têm, tradicionalmente, se concentrado apenas nos fatores ambientais (ver Donoghue et al., 2008), como por exemplo, os filtros ambientais e a similaridade limitante (Webb et al., 2002; Verdú, 2010). Porém, sabe-se que tanto os fatores ecológicos, quanto os fatores evolutivos são importantes na estruturação e distribuição da biodiversidade em comunidades de espécies (Eiserhardt et al., 2013). Sendo assim, a inclusão de informações evolutivas, como a diversidade filogenética, pode ajudar no entendimento dos padrões atuais encontrados nas comunidades (Cadotte et al., 2010; Gómez et al., 2010; Lanfear e Bromham, 2011). A diversidade filogenética é crucial e pode ser utilizado para o melhor planejamento de medidas que visam conservar as espécies inseridas nas comunidades e com isso, a perda da história evolutiva dos táxons pode ser minimizada (Cavender-Bares et al., 2009). Os marcadores moleculares têm se tornado uma parte fundamental e uma ferramenta essencial em estudos com comunidades de espécies, o que permite elucidar os padrões, o grau de diversidade genética dentro e entre as espécies e as relações filogenéticas dos grupos (Thomson et al., 2010). Estudos com este enfoque têm utilizado filogenias já publicadas e/ou seqüências de DNA disponíveis e depositadas em bancos públicos de sequências (e.g. GenBank) (Gómez et al., 2010; Gonzalez-Caro et al., 2012). Filogenias moleculares geradas com o gene mitocondrial CO1 (DNA barcode) foram utilizados para o entedimento da distribuição, composição e da estrutura filogenética de comunidades de bactérias (Barberán e Casamayor, 2010), floresta tropical (Kress et al., 2009, 2010; Hollingsworth et al., 2009) e formigas (Smith et al., 2014). Estudos utilizando abordagens filogenéticas com dados genéticos visando o estudo das comunidades de lagartos são escassos. Rabosky et al. (2011), comparou a estrutura filogenética de comunidades e a evolução do nicho em três clados de lagartos do deserto da Austrália com o uso de filogenias geradas com genes nucleares e mitocondriais. Lagartos amazônicos são excelentes organismos modelos para a investigação dos padrões da estrutura filogenética de comunidades (Camargo et al., 2010), pois apresentam baixa capacidade de dispersão em comparação com outros grupos de vertebrados (e.g. aves) (Miralles e Carranza, 2010), são taxonomicamente diversificados (Zhou et al., 2006, Camargo et al., 2010) e relativamente abundantes na Floresta Amazônia brasileira, com aproximadamente 100 espécies (Ávila-Pires et al., 2007), sendo encontradas de 12 a 35 espécies por área (Vitt et al., 2008; Ávila-Pires et al.,

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2009; 2010; Mendes-Pinto e Souza, 2011; Waldez et al., 2013; Oliveira et al., 2014). A riqueza de espécies de lagartos, especialmente na Florestas Amazônica brasileira, representa um grande desafio para compreender os padrões estruturantes das comunidades de espécies do grupo. Sendo assim, no presente artigo, uma filogenia das espécies de lagartos Amazônicos com dados do gene CO1 (DNA barcode) foram utilizadas com vistas a analisar a estrutura filogenética do grupo em seis comunidades da Amazônia brasileira.

MATERIAL E MÉTODOS

Coleta dos espécimens

As seis áreas foram amostradas entre os anos de 2011 a 2014, distribuídas ao longo da bacia Amazônica, em um transecto leste-oeste, nos estados do Amazonas e Pará, Brasil, de modo que quatro dessas áreas estavam localizadas no estado do Amazonas e duas áreas localizadas no estado do Pará (Figura 1). Em cada localidade amostrada foram abertas duas grades padronizadas, situadas nas margens opostas e perpendiculares ao curso dos rios. Cada grade era composta por três trilhas paralelas de 3.0 km, cada uma distanciada 1.0 km da subjacente. A amostragem padronizada permitiu quantificar, qualificar e comparar os resultados entre as áreas. A primeira localidade correspondeu à área do rio Japurá, pertencente à Amazônia Ocidental, situados na bacia sedimentar, ao norte do rio Solimões. As grades encontravam-se nas margens opostas do rio Japurá, margem esquerda (1°43'25.1" S, 69°0.8'25.3" W) e margem direita (1°84'33.0" S, 69°0.3'1.73" W) (Figura 1). A segunda localidade situava-se no município de Santa Isabel do Rio Negro, distante 781 km da cidade de Manaus por via fluvial. A área pertence à Amazônia Ocidental, Escudo Cristalino das Guianas. As duas grades encontravam-se nas margens opostas da bacia do alto rio Negro, sendo a primeira grade nas proximidades do rio Ayuanã (0°33'36.90" S, 64°55'5.98" W), afluente da margem direita do rio Negro, distante 17.2 km do município de Santa Isabel do rio Negro e a segunda grade nas proximidades do rio Darahá (0°23'33.10"S, 64°44'52.00" W), afluente da margem esquerda do rio Negro, distante 25,0 km do mesmo município (Figura 1). A terceira localidade correspondeu ao Igarapé do Jacinto, nas proximidades do Parque Nacional Nascentes do Lago Jari (Parna do Jari) e Reserva Biológica do Abufari

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(Rebio Abufari), ambos localizados no município de Tapauá, estado do Amazonas, Brasil. A área pertence à Amazônia Ocidental, estando situada na Bacia Sedimentar, ao sul do rio Solimões. As duas grades encontravam-se nas margens opostas do rio Purus, sendo uma grade situada no Igarapé do Jacinto (5°41'36.50" S, 63°11'57.30" W), margem direita do rio Purus, distando 10.0 km do município de Tapauá e a segunda grade na Rebio Abufari, comunidade Turiaçu (5°59'6.90" S, 62°58'38.40" W), margem esquerda do rio Purus, distante 73.0 km a noroeste do município de Tapauá (Figura 1). A quarta localidade correspondeu à área do rio Jatapú, principal afluente do rio Uatumã, município de São Sebastião do Uatumã, distando cerca de 250 km a nordeste da cidade de Manaus, estado do Amazonas, Brasil. A área pertence à Amazônia Central, Escudo Cristalino das Guianas. As duas grades situavam-se nas margens opostas do rio Jatapú, sendo a primeira grande situada na comunidade São José do Jabote (1°55'53.00" S, 58°15'21.00" W), margem esquerda do rio Jatapú e a segunda grade na comunidade São João do Lago da Velha (2° 1'31.00" S, 58°11'24.00" W) (Figura 1). A quinta área correspondeu à Reserva Biológica Trombetas (ReBio Trombetas) e Floresta Nacional Saracá-Taquera (Flona Saracá-Taquera), ambos pertencentes à cidade de Faro, estado do Pará, Brasil. A área encontra-se na Amazônia Oriental, situadas no Escudo Cristalino das Guianas. As grades encontravam-se nas margens opostas do rio Trombetas, sendo a primeira grade na na ReBio Trombetas (1°11'50.90" S, 56°40'12.08" W), margem direita do rio Trombetas e segunda grade na Flona Saracá- Taquera (1°28'5.00" S, 56°46'60.00" W), margem esquerda do rio Trombetas (Figura 1). A sexta área correspondeu à Reserva Extrativista Tapajós-Arapiuns (Resex Tapajós-Arapiuns) e Floresta Nacional do Tapajós (Flona Tapajós), ambos pertecentes ao município de Aveiro, estado do Pará, Brasil. A área pertence à. As grades encontravam-se nas margens opostas do rio Tapajós, sendo a primeira grade Resex Tapajós-Arapiuns, comunidade Cametá (3°18'40.05"S, 55°20'43.91"W, margem esquerda do rio Tapajós e a segunda na Flona Tapajós, comunidade Itapuana (3°20'26.22"S, 55°9'30.80"W), margem direita do rio Tapajós (Figura 1).

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Figura. 1. Mapa da bacia Amazônica brasileira, mostrando a localização das seis áreas utilizadas para avaliar a estrutura filogenética das assembléias de lagartos.

O delineamento amostral deste trabalho foi traçado com o intuito de maximizar o número de espécies amostradas em um período de tempo relativamente curto, 16 a 28 dias de coleta. Desse modo, foram utilizados três métodos de coletas complementares: procura visual diurna e noturna, armadilhas de interceptação e queda com cerca-guia (pitfalls traps) (Cechin e Martins, 2000; Ribeiro-Junior et al., 2008), além de coletas ocasionais (Sawaya et al., 2008). A estratégia de integrar diferentes metodologias de coleta, é o reconhecidamente mais eficiente na capacidade de detectar a diversidade herpetofaunística durante inventários realizados em florestas tropicais (Ribeiro-Júnior et al., 2008). A procura visual noturna e diurna consistiu no deslocamento a pé, em velocidade lenta, ao longo das trilhas que compunham cada grade, à procura dos espécimes. A busca ativa diurna foi realizada nos trechos entre as áreas onde estavam instalados os pitfall traps (detalhado a seguir). Durante o período noturno, foram percorridos trechos de 1.000 m durante aproximadamente um período de cinco horas. O esforço de captura abrangeu todos os microhabitats possíveis e encontrados ao longo das trilhas, como vegetação, troncos caídos, folhiços e igarapés, localizando espécimes tanto em atividade, quanto em locais de abrigo.

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As armadilhas de interceptação e queda com cerca guia (pitfall traps) foram preparadas com um conjunto de quatro recipientes de 100 L enterrados no solo, instalados equidistantemente entre si, à uma distância de 8 m e dispostos em forma de Y. As armadilhas estavam interligadas por uma cerca guia de plástico com 80 centímetros de altura, que permitia guiar os espécimes para dentro das armadilhas, possibilitando a captura tanto de espécies terrestres, quanto fossoriais e de vida críptica (eg. lagartos de liteira/folhiço). Cada conjunto de armadilhas descrito acima caracterizava uma estação de amostragem. Em cada grade foram instaladas 12 estações (48 recipientes de 100 L), ou seja, 24 estações de amostragem por região inventariada (totalizando 96 recipientes de 100 L), uma vez que em cada uma das regiões foram construídas duas grades, uma em cada margem do rio principal. Todas as estações foram posicionadas 500 m uma das outras e as armadilhas permaneceram abertas por até 20 dias durante cada expedição, sendo vistoriadas diariamente. Os animais coletados foram acondicionados em sacos plásticos transparentes ou de pano contendo anotações (data, número da estação de armadilhagem, hora de coleta, etc). Além das duas metodologias de coletas supracitadas, alguns dos espécimens foram coletados sem o uso de armadilhas, fora da busca ativa e por terceiros, que nós denominamos de coletas ocasionais. Os espécimes coletados foram anestesiados e eutanasiados com cloridrato de lidocaína 2% e éter etílico, respectivamente (cf. American Veterinary Medical Association, 2001). Foram feitas pequenas incisões na região ventral e femural de cada animal para a retirada de amostra de tecido hepático e / ou muscular. Os tecidos foram armazenados em microtubos e preservados em álcool 95%. Após a retirada dos tecidos, aplicou-se formaldeído 10 % nas cavidades corpóreas para fixação dos tecidos (Franco e Salomão, 2002) e depois de 24 horas, conservados em etanol 70%. Alguns dos exemplares foram fotografados e / ou tiveram suas características morfológicas e padrões de coloração registrados in vivo. Os espécimes-testemunho foram coletados de acordo com as licenças concedidas pelo ICMBio/Sisbio (processos 28976-1, 35424-1, 40186-1, 40186-2). Todos os tecidos coletados foram depositados na Coleção da Universidade Federal do Amazonas, (CTGA/UFAM), administrada pelo Laboratório de Evolução e Genética Animal (LEGAL) (CGEN, resolução No 75 de 26/08/04) e na Coleção de tecidos do Instituto Nacional de Pesquisas da Amazônia (INPA). Vouchers estão depositados na Coleção de Anfíbios e Répteis do Instituto Nacional de Pesquisas da

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Amazônia (INPA-H) e na Coleção de Zoologia Paulo Bürhnheim da UFAM (CZPB/UFAM), Manaus, Amazonas, Brasil. A nomenclatura para identificar morfologicamente os exemplares coletados neste estudo segue a lista brasileira de répteis (Bérnils e Costa, 2012) e Reptile Database (Uetz e Hošek, 2014), considerando as recentes mudanças propostas por Gamble et al. (2011), Hedges e Conn (2012) e Harvey et al. (2012). Embora as espécies do gênero Anolis tenham sido recentemente realocadas em um novo gênero (Norops) por Nicholson et al. (2012), que foi posteriormente questionado por diversos pesquisadores (Poe, 2013), foi adotado neste artigo o nome Anolis para o gênero.

Extração do DNA e sequenciamento do gene mitochondrial CO1

Os DNAs genômicos foram extraídos das amostras de tecido (fígado e/ou músculo da cauda) preservadas em álcool 95% por meio do protocolo fenol-clorofórmio (Sambrook e Russell, 2001). Posteriormente, os DNAs foram quantificados e avaliados com o auxílio do espectrofotômetro NanoDrop 2000 (Thermo Scientific, Uniscience, Brasil). As reação em cadeia da polimerase (PCR) (Innis et al., 1990) foi utilizada para amplificar o gene mitocondrial COI (Ivanova et al., 2007) (Tabela 1). As amplificações foram efetuadas em um termociclador Veriti® 96-well Thermal Cycler (Applied Biosystems, Foster City, CA, USA) em um volume final de reação de 15 μL, contendo

5.3 μL de água ultrapura, 1.2 µL de 50 mM MgCl2 (Fermentas), 1.2 µL de 10 mM dNTPs (Fermentas), 1.5 µL de tampão 10X (100 mM Tris-HCl, pH 8,5, 500 mM KCl) (Fermentas), 1.5 µL de BSA; 1.5 μl do primer C_VF1LFt1–C_VR1LRt1 (2μM) (Tabela 1), 0.3 µL de 1 U da enzima Taq DNA polimerase (Fermentas) e 1.0 µL de DNA (50 ng/µL). Os ciclos de amplificação seguiram uma desnaturação inicial de 68°C por 1 minuto, seguido de 35 ciclos de desnaturação a 93°C por 30 segundos, anelamento a 50°C por 35 segundos e extensão a 68°C por 90 segundos. Uma extensão final foi realizada a 68°C por 7 minutos. Posteriomente, as amplificações foram checadas via eletroforese em gel de agarose a 1% corado com GelRed™ (Biotium, Inc.) e purificados com uma solução de Exonuclease I e Fosfatase alcalina de camarão (ExoSap-IT®) (USB Corporation) (Hanke e Wink, 1994). Após a purificação, os fragmentos de PCR foram submetidas a reação de sequenciamento que compreendeu 4.4 μL de água ultrapura; 1.3 μL de tampão de sequenciamento 5X; 0.3 μL de BigDye Terminator v 3.1 (Applied

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Biosystems, Foster City, CA, USA); 2.0 μL dos primers forward (M13F -21) (2 μM) e/ou reverse (M13R -27) (2 μM) (Messing, 1983) (Tabela 1) e 2.0 μL do produto de PCR purificado (20-50 ng/μL). As condições de termociclagem da reação seguiram os passos de Platt et al. (2007). Posteriromente os produtos sequenciados foram purificados por precipitação com EDTA/etanol e então sequenciados em um sequenciador automático ABI PRISM® 3130 xl (Applied Biosystems, Foster City, CA, USA).

Alinhamento das sequências CO1 e reconstrução filogenética

Os eletroferogramas de 108 indivíduos de 45 espécies (Tabela 2) foram importados para o programa Geneious 6.1.8 (Kearse et al., 2012) e as seqüências consensos foram geradas. Cada sequência consenso foi traduzida in silico, quando apropriada e posteriormente editada e alinhada. O alinhamento foi exportado em um arquivo de extensão FASTA (*.fasta/*.fas) para a reconstrução filogenética que foi feita no programa BEAST 1.7.5 (Drummond et al. 2012).

Análises filogenéticas da estrutura das seis comunidades

Foi usado o pacote ‘Picante’ (Kembel et al., 2010) no ambiente computacional R (R Development Core Team, 2013) para calcular as métricas da estrutura filogenética de comunidades. Para as análises nesse pacote, pelo menos dois arquivos precisam ser inseridos: (1) uma árvore filogenética, contendo uma sequência representantitava de cada espécie e (2) uma matriz de dados com a a presença / ausência das espécies por localidade. Esse pacote contém funções para o cálculo das medidas mais comumente usadas em α-diversidade filogenética (parentesco evolutivo dentro de comunidades ecológica), incluindo a diversidade filogenética de Faith’s (PD), a distância filogenética média par- a-par (MPD) e a distância média do táxon mais próximo (MNTD) dentro de uma comunidade. Além das comparações feitas dentro de comunidades reais e nulas, o pacote Picante possibilita ainda o cálculo de valores de diversidade β Filogenética por meio das funções comdist e comdistnt, que permitem avaliar o equivalente ao MPD e MNTD, respectivamente entre as comunidades. A primeira métrica, a PD (Faith, 1992) é a soma de todos os comprimentos dos

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ramos que separam taxa em uma comunidade (Cianciruso et al., 2009). Os valores obtidos variam em função do número de espécies e das diferenças filogenéticas entre elas (Cianciruso et al., 2009). A MPD quantifica as relações filogenéticas dos indivíduos em cada área, por meio da distância média entre todos os pares de indivíduos, gerando o valor geral da estrutura filogenética da comunidade (Webb, 2000). A métrica MNPD é a distância filogenética média do parente mais próximo de todas as espécies, sendo o equivalente às taxas de espécies por gênero (Webb, 2000). Comdist calcula a distância entre as comunidades usando a distância média entre todos os pares de indivíduo e Comdistnt calcula a distância entre as comunidades usando pares de espécies selecionadas entre as amostras.

Resultados

Os valores de diversidade filogenética de Faith’s (PD) das seis comunidades de lagartos foram diferentes entre si (Tabela 3). Comunidades com os maiores números de espécies analisadas (i.g. Igarapé Jacinto/Rebio Abufari) apresentaram os maiores valores de PD e comunidades com os menores números de espécies analisadas (i.g. Ayuanã/Darahá) apresentaram os menores valores de PD. A diversidade filogenética de Faith’s e a riqueza de espécies de lagartos foram correlacionadas (Figura 2).

Tabela 3. Valores da diversidade filogenética de Faith’s (PD) e da riqueza de espécies (RE) para as seis comunidades analisadas na Amazônia brasileira.

Localidades PD RE Ayuanã/Darahá 1.73 9 Flona Saracá-Taquera/Rebio Trombetas 1.74 10 Flona Tapajós/Resex Tapajós-Arapiuns 3.20 21 Igarapé Jacinto/Rebio Abufari 4.27 31 rio Japurá 1.87 10 rio Jatapú 3.36 22

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Figura 2. Correlação entre a diversidade filogenética de Faith’s (PD) e da riqueza de espécies para as seis comunidades analisadas na Amazônia brasileira.

Os valores de MPD variaram de 0.76 a -0.84 entre as comunidades Ayuanã/Darahá e Flona Tapajós/Resex Tapajós-Arapiuns, respectivamente (Tabela 4). Para os valores de MNTD, houve uma variação de 0.15 a -0.81, entre as comunidades Flona Tapajós/Resex Tapajós-Arapiuns e rio Jatapú (Tabela 5).

Tabela 4. Valores observados de MPD nas seis comunidades de lagartos analisadas. MPD.obs.z é o número efetivo padronizado do MPD versus a comunidade nula. MPD.obs.p é o P-value da MPD observada versus a comunidade nula.

Localidades N. de taxa MPD.obs.z MPD.obs.p Ayuanã/Darahá 9 0.76 0.75 Flona Saracá-Taquera/Rebio Trombetas 10 0.26 0.56 Flona Tapajós/Resex Tapajós Arapiuns 21 -0.84 0.20 Igarapé Jacinto/Rebio Abufari 31 -0.29 0.36 rio Japurá 10 -0.03 0.44 rio Jatapú 22 0.12 0.53

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Tabela 5. Valores observados de MNTD nas seis comunidades de lagartos analisadas. MPD.obs.z é o número efetivo padronizado do MNTD versus a comunidade nula. MPD.obs.p é o P-value da MNTD observada versus a comunidade nula.

Localidades N. de taxa MNTD.obs.z MNTD.obs.p Ayuanã/Darahá 9 -0.61 0.25 Flona Saracá-Taquera/Rebio Trombetas 10 -1.48 0.07 Flona Tapajós/Resex Tapajós Arapiuns 21 0.15 0.55 Igarapé Jacinto/Rebio Abufari 31 -0.44 0.32 rio Japurá 10 -0.36 0.34 rio Jatapú 22 -0.81 0.21

O dendrograma da diversidade β filogenética, função comdist calculada com base no valor de MPD, mostrou que a comunidade Ayuanã/Darahá (A) apresentou a maior distância filogenética em comparação com as demais comunidades (Figura 3). Na diversidade β filogenética, função comdistnt calculada com base no valor de MNTD, as comunidades ao norte (comunidades C-D) e sul (comunidades A-B) do rio Amazonas, foram respectivamente mais relacionados entre si (Figura 4), com uma divisão leste (comunidades E-F) a oeste (comunidades C-D/ A-B) entre as comunidades.

Figura 3. Dendrograma da diversidade β filogenética (Comdist) das seis comunidades de lagartos com base no valor MPD.

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Figura 4. Dendrograma da diversidade β filogenética (Comdistnt) das seis comunidades de lagartos com base no valor MNPD.

Discussão

O rápido crescimento do conhecimento filogenético, forneceram uma base teórica em um contexto evolutivo para o entendimento dos processos que geraram a biodiversidade existente (Donoghue et al., 2008), bem como proporcionaram novas percepções sobre os padrões subjacentes à estrutura das comunidades de espécies (Alexandrou et al., 2011; Lanfear e Bromham, 2011). Porém, poucos estudos têm considerado a importância de fatores evolutivos com vistas a explicar a estrutura filogenética de comunidades (Eiserhardt et al., 2013; Brunbjerg et al., 2014). Em um dos trabalhos com esse enfoque, os autores utilizaram o DNA mitocondrial CO1 para analisar a diversidade e a estrutura filogenética de comunidades de formigas da Costa Rica (Smith et al., 2014). Os autores comentam que apesar da limitação e do CO1 não apresentar um sinal filogenético profundo, o padrão de diversidade filogenética encontrado com o gene CO1 foi similar ao encontrado a partir de dados multi-gene, sendo assim, mostrou-se útil para medir a diversidade filogenética do grupo em estudo. No presente trabalho, as informações filogenéticas geradas com o DNA mitocondrial CO1 foram usadas para o entedimento dos fatores estruturantes em seis localidades e suas comunidades de lagartos da Amazônia brasileira. As informações sobre a estrutura das comunidades foram obtidas por meio dos cálculos de algumas métricas filogenéticas. Essas métricas permitem “capturar” o componente evolutivo no nível local, designado por Whittaker (1960) como diversidade

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alfa ou diversidade de espécies por unidade de espaço (Magurran, 2004) e entre comunidades, designada como diversidade beta (Whittaker, 1960). A primeira métrica, a diversidade filogenética de Faith’s (PD) (Faith, 1992), tem sido utilizada com o intuito de avaliar a importância da composição das espécies na estrutura das comunidades (Gómez et al., 2010). Portanto, a PD de uma comunidade é uma função do número de espécies e da diferença filogenética entre elas (Faith, 1992). Sendo assim, os valores obtidos varia em função do número de espécies (sua riqueza) e das diferenças filogenéticas entre elas (Cianciruso et al., 2009). Aqui, foi encontrado uma correlação entre a diversidade filogenética de Faith’s e a riqueza de espécies para as seis comunidades. Os valores relativamente baixos de PD para algumas das comunidades estão diretamente relacionados à baixa riqueza de espécies analisadas nestes locais. Os resultados sugerem que os mecanismos que conduzem os padrões de estruturação filogenética entre as seis comunidades de lagartos amazônicos não são idênticos. Foi encontrado valores positivos (MPD.obs.z > 0) de MPD e P-value (MPD.obs.p > 0.5) para as comunidades Ayuanã/Darahá, Flona Saracá-Taquera/Rebio Trombetas e rio Jatapú, indicativo de dispersão filogenética ou uma maior distância filogenética entre as espécies coocorrentes do que o esperado. Dispersão filogenética é resultante da exclusão competitiva dependendo da distribuição filogenética dos atributos de habitats das espécies (Webb et al., 2002). Valores negativos de MPD (MPD.obs.z < 0) e P-value (MPD.obs.p < 0.5), indicativo de agrupamento filogenético ou pequenas distâncias filogenéticas entre as espécies coocorrentes do que o esperado, foram encontradas nas comunidades Flona Tapajós/Resex Tapajós Arapiuns, Igarapé Jacinto/Rebio Abufari e rio Japurá. Em geral, estudos em diversas comunidades têm encontrado um agrupamento filogenético (Vamosi et al., 2009) e, consequentemente, apontam para um papel predominante dos filtros ambientais na estruturação dessas comunidades (Webb et al., 2002). Isso é particularmente comum em florestas (Webb, 2000, Cavender-Bares et al., 2006, Kembel e Hubbell, 2006). Ao contrário das florestas, um padrão de dispersão filogenética foi encontrado por Rabosky et al. (2011) em três clados de lagartos (gênero Ctenotus, família e geckonídeos do gênero Diplodactylus) do deserto da Austrália, indicando que as interações atuais e históricas levaram aos padrões semelhantes de estrutura da comunidade nesses três clados. Em comunidades de lagartos Amazônicos do rio Curuá-Una, Pará, Brasil, o microhabitat e os tipos de presa (dieta) foram os fatores estruturantes nessa comunidade, sendo assim, a estrutura é histórica, ou seja, não é o resultado direto de interações entre espécies em

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andamento a nível local (Vitt et al., 1999). Porém Vitt et al. (1999), salientam que isso não significa necessariamente que as interações locais e a história recente não tenham contribuído com a estruturação desta comunidade, mas reforçam que as interações locais recentes são provavelmente mais fortes entre táxons mais estreitamente relacionados. Lagartos do gênero Anolis do Caribe apresentam caracteres morfológicos que evoluem rapidamente quando as espécies interagem, sendo considerados exemplos de que a história recente contribuiu com a estruturação das comunidades do grupo (Losos et al., 1997). Esse padrão é repetido em diferentes ilhas e por diferentes linhagens evolutivas de lagartos Anolis (Losos, 1992). O cálculo das funções comdist e comdistnt, permitiu avaliar o equivalente ao MPD e MNTD, respectivamente entre as seis comunidades e verificar se os processos históricos são fatores importantes na diferenciação entre as seis comunidades. O comdist mostrou que a comunidade Ayuanã/Darahá apresentou a maior distância filogenética em comparação com as demais comunidades estudadas (Figura 3). Por meio do cálculo comdistnt, foi encontrado agrupamentos norte-sul do rio Amazonas e uma divisão leste-oeste entre as comunidades (Figura 4). O padrão leste-oeste, contrasta com a estrutura da faunas de lagarto da bacia amazônica proposta por Ávila-Pires (1995). No estudo de Ávila-Pires (1995) esta divisão se manifesta como a substituição ou distribuição de espécies restritas tanto à parte Ocidental e Oriental da Amazônia. Estudos com hipóteses filogenéticas podem resultar em novidades no que diz respeito aos fatores que influenciam os padrões de estruturação das comunidades de espécies, pois permitem descrever os padrões de distribuição das espécies em cada uma das comunidades analisadas e ainda identificar aquelas áreas que poderão garantir a preservação do potencial evolutivo e daqueles táxons considerados raros filogeneticamente. Neste trabalho foram apresentados resultados preliminares sobre a estrutura filogenética de seis comunidades de lagartos da Amazônia brasileira com indícios de agrupamento filogenético em três comunidades e dispersão filogenética nas outras três comunidades analisadas.

Agradecimentos: Nós agradecemos ao Julio do Vale pela ajuda com a logística em duas áreas de coleta (Santa Isabel do rio Negro e Rebio Abufari/Igarapé do Jacinto); Sebastião Batista e os comunitários pela ajuda com a abertura das trilhas em seis pontos de amostragem (Jatapú; Santa Isabel do rio Negro; Rebio Abufari/Igarapé do Jacinto; Resex Tapajós-Arapiuns/Flona Tapajós; Rebio Trombetas/Flona Saracá-Taquera e

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Japurá); Cleuton Miranda e João Paulo Barreira de Sousa Segundo por ler o primeiro rascunho deste manuscrito, Patrik Ferreira Viana pela ajuda com a identificação de alguns dos exemplares, Carlos Faresin pela ajuda com o desenho do mapa e Emanuell Ribeiro Duarte pela ajuda com as análises. Um agradecimento especial vai para todos os participantes do projeto SISBIOTA grupo Herpetofauna. Apoio logístico e financeiro foi fornecido pelo CNPq/SISBIOTA-BioPHAM 563348/2010 e FAPEAM 021/2011- Universal Amazonas. Permissão para a coleta das amostras foram concedidas pelo ICMBio/SISBIO. D.P.O recebeu bolsa de doutorado da CAPES e T.H uma bolsa de produtividade em pesquisa do CNPq durante a execução deste estudo.

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Tabela 1. Nome e referência das seqüencias dos primers usados na amplificação e sequenciamento da região COI do DNA utilizados no presente estudo.

Gene Primer Primer sequence 5’ - 3’ Referências LepF1_t1 TGTAAAACGACGGCCAGTATTCAACCAATCATAAAGATATTGG VF1_t1 TGTAAAACGACGGCCAGTTCTCAACCAACCACAAAGACATTGG VF1d_t1 TGTAAAACGACGGCCAGTTCTCAACCAACCACAARGAYATYGG VF1i_t1 TGTAAAACGACGGCCAGTTCTCAACCAACCAIAAIGAIATIGG CO1 (C_VF1LFt1 – C_VR1LRt1) Ivanova et al., 2007 LepR1_t1 CAGGAAACAGCTATGACTAAACTTCTGGATGTCCAAAAAATCA VR1d_t1 CAGGAAACAGCTATGACTAGACTTCTGGGTGGCCRAARAAYCA VR1_t1 CAGGAAACAGCTATGACTAGACTTCTGGGTGGCCAAAGAATCA VR1i_t1 CAGGAAACAGCTATGACTAGACTTCTGGGTGICCIAAIAAICA M13F (-21) TGTAAAACGACGGCCAGT CO1 Messing, 1983 M13R (-27) CAGGAAACAGCTATGAC

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Tabela 2. Espécimes de lagartos analisados no estudo. As informações incluem números das amostras depositadas no CTGA / UFAM de todas as amostras analisadas no estudo.

Família/Nome das espécies Localidade ID Número CTGA Dactyloidae Anolis auratus rio Japurá, margem direita, AM CTGA_L_1054 Anolis chrysolepis rio Jatapú, margem esquerda CTGA_L_0088 Anolis chrysolepis ReBio Trombetas, margem esquerda do rio Trombetas CTGA_L_0903 Anolis fuscoauratus rio Jatapú, margem esquerda, AM CTGA_L_0001 Anolis fuscoauratus Igarapé do Jacinto, margem direita do rio Purus, AM CTGA_L_0383 Anolis fuscoauratus Flona Tapajós, margem direita do rio Tapajós, PA CTGA_L_0663 Anolis fuscoauratus ReBio Trombetas, margem esquerda do rio Trombetas, PA CTGA_L_0770 Anolis fuscoauratus Flona Saracá-Taquera, margem esquerda do rio Tapajós, PA CTGA_L_0894 Anolis planiceps rio Jatapú, margem direita CTGA_L_0072 Anolis planiceps rio Darahá, afluente da margem direita do rio Negro, AM CTGA_L_0172 Anolis planiceps Flona Tapajós, margem direita do rio Tapajós, PA CTGA_L_0606 Anolis punctatus rio Japurá, margem direita, AM CTGA_L_1187 Anolis tandai Igarapé do Jacinto, margem direita do rio Purus, AM CTGA_L_0305 Anolis tandai Rebio Abufari, margem esquerda do rio Purus, AM CTGA_L_0443 Resex Tapajós-Arapiuns, margem esquerda do rio Trombetas, Anolis tandai CTGA_L_0552 PA Anolis transversalis Igarapé do Jacinto, margem direita do rio Purus, AM CTGA_L_0276 Anolis transversalis Rebio Abufari, margem esquerda do rio Purus, AM CTGA_L_0462 Gymnophthalmidae Localidade ID Número CTGA Alopoglossus angulatus rio Jatapú, margem esquerda CTGA_L_0058

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Alopoglossus angulatus Igarapé do Jacinto, margem direita do rio Purus, AM CTGA_L_0299 Alopoglossus angulatus Rebio Abufari, margem esquerda do rio Purus, AM CTGA_L_0434 Alopoglossus angulatus rio Japurá, margem direita, AM CTGA_L_1000 Alopoglossus atriventris Rebio Abufari, margem esquerda do rio Purus, AM CTGA_L_0423 Alopoglossus atriventris rio Japurá, margem esquerda, AM CTGA_L_1030 Arthrosaura reticulata rio Jatapú, margem direita CTGA_L_0014 Arthrosaura reticulata Igarapé do Jacinto, margem direita do rio Purus, AM CTGA_L_0316 Arthrosaura reticulata Flona Saracá-Taquera, margem direita do rio Trombetas, PA CTGA_L_0853 Arthrosaura reticulata rio Japurá, margem esquerda CTGA_L_1101 Bachia flavescens rio Jatapú, margem direita, AM CTGA_L_0081 Bachia panoplia rio Jatapú, margem direita, AM CTGA_L_0018 Cercosaura argulus Igarapé do Jacinto, margem direita do rio Purus, AM CTGA_L_0277 Cercosaura argulus Flona Tapajós, margem direita do rio Tapajós, PA CTGA_L_0720 Cercosaura ocellata ocellata Igarapé do Jacinto, margem direita do rio Purus, AM CTGA_L_0273 Cercosaura ocellata ocellata Flona Tapajós, margem direita do rio Tapajós, PA CTGA_L_0587 Resex Tapajós-Arapiuns, margem esquerda do rio Tapajós, Cercosaura ocellata ocellata CTGA_L_0729 PA Cercosaura ocellata ocellata Flona Tapajós, margem direita do rio Tapajós, PA CTGA_L_0750 Iphisa elegans elegans rio Jatapú, margem direita CTGA_L_0054 Iphisa elegans elegans rio Jatapú, margem esquerda CTGA_L_0087 Iphisa elegans elegans Igarapé do Jacinto, margem direita do rio Purus, AM CTGA_L_0352 Iphisa elegans elegans Rebio Abufari, margem esquerda do rio Purus, AM CTGA_L_0445 Iphisa elegans elegans Flona Tapajós, margem direita do rio Tapajós, PA CTGA_L_0730 Iphisa elegans elegans Flona Saracá-Taquera, margem direita do rio Trombetas, PA CTGA_L_0842 Leposoma guianense rio Jatapú, margem esquerda CTGA_L_0041 Leposoma guianense rio Jatapú, margem esquerda CTGA_L_0044

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Leposoma guianense Flona Saracá-Taquera, margem direita do rio Trombetas, PA CTGA_L_0858 Leposoma guianense Flona Saracá-Taquera, margem direita do rio Trombetas, PA CTGA_L_0860 Leposoma guianense rio Japurá, margem esquerda, AM CTGA_L_1151 Leposoma parietale rio Japurá, margem direita, AM CTGA_L_1062 Leposoma percarinatum rio Ayuanã, afluente da margem esquerda do rio Negro, AM CTGA_L_0208 Leposoma percarinatum Rebio Abufari, margem esquerda do rio Purus, AM CTGA_L_0492 Leposoma osvaldoi rio Jatapú, margem direita CTGA_L_0075 Leposoma osvaldoi Igarapé do Jacinto, margem direita do rio Purus, AM CTGA_L_0315 Leposoma osvaldoi Flona Tapajós, margem direita do rio Tapajós, PA CTGA_L_0631 Leposoma snethlageae Rebio Abufari, margem esquerda do rio Purus, AM CTGA_L_0425 Leposoma snethlageae Rebio Abufari, margem esquerda do rio Purus, AM CTGA_L_0430 Leposoma snethlageae Rebio Abufari, margem esquerda do rio Purus, AM CTGA_L_0442 Neusticurus bicarinatus Flona Tapajós, margem direita do rio Tapajós, PA CTGA_L_0725 Neusticurus ecpleopus rio Japurá, margem esquerda, AM CTGA_L_1169 Ptychoglossus brevifrontalis rio Jatapú, margem direita CTGA_L_0119 Ptychoglossus brevifrontalis Rebio Abufari, margem esquerda do rio Purus, AM CTGA_L_0484 Ptychoglossus brevifrontalis Flona Tapajós, margem direita do rio Tapajós, PA CTGA_L_0565 Ptychoglossus brevifrontalis rio Japurá, margem direita, AM CTGA_L_1190 Tretioscincus oriximinensis rio Darahá, afluente da margem direita do rio Negro, AM CTGA_L_0237 Hoplocercidae Localidade ID Número CTGA Enyalioides laticeps rio Darahá, afluente da margem direita do rio Negro, AM CTGA_L_0238 Iguanidae Localidade ID Número CTGA Resex Tapajós-Arapiuns, margem esquerda do rio Tapajós, Iguana iguana iguana CTGA_L_0641 PA Mabuyidae Localidade ID Número CTGA Copeoglossum nigropunctatum rio Jatapú, margem direita CTGA_L_0016

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Copeoglossum nigropunctatum rio Jatapú, margem esquerda CTGA_L_0091 Copeoglossum nigropunctatum rio Jatapú, margem direita CTGA_L_0131 Copeoglossum nigropunctatum Igarapé do Jacinto, margem direita do rio Purus, AM CTGA_L_0312 Copeoglossum nigropunctatum Rebio Abufari, margem esquerda do rio Purus, AM CTGA_L_0491 Resex Tapajós-Arapiuns, margem esquerda do rio Tapajós, Copeoglossum nigropunctatum CTGA_L_0548 PA Copeoglossum nigropunctatum Flona Tapajós, margem direita do rio Tapajós, PA CTGA_L_0594 Copeoglossum nigropunctatum ReBio Trombetas, margem esquerda do rio Trombetas, PA CTGA_L_0699 Copeoglossum nigropunctatum rio Japurá, margem direita, AM CTGA_L_1108 Copeoglossum nigropunctatum rio Japurá, margem direita, AM CTGA_L_1184 Varzea bistriata Igarapé do Jacinto, margem direita do rio Purus, AM CTGA_L_0280 Phyllodactylidae Localidade ID Número CTGA Thecadactylus rapicauda rio Jatapú CTGA_L_0094 Thecadactylus rapicauda ReBio Trombetas, margem esquerda do rio Trombetas, PA CTGA_L_0979 Sphaerodactylidae Localidade ID Número CTGA Chatogekko amazonicus Igarapé do Jacinto, margem direita do rio Purus, AM CTGA_L_0278 Chatogekko amazonicus Igarapé do Jacinto, margem direita do rio Purus, AM CTGA_L_495 Chatogekko amazonicus Flona Tapajós, margem direita do rio Tapajós, PA CTGA_L_0584 Chatogekko amazonicus ReBio Trombetas, margem esquerda do rio Trombetas, PA CTGA_L_0915 Gonatodes hasemani Igarapé do Jacinto, margem direita do rio Purus, AM CTGA_L_0371 Gonatodes humeralis rio Ayuanã, afluente da margem esquerda do rio Negro, AM CTGA_L_0165 Lepidoblepharis heyerorum rio Japurá, margem esquerda, AM CTGA_L_1096 Pseudogonatodes guianensis rio Jatapú, margem direita CTGA_L_0032 Pseudogonatodes guianensis rio Darahá, afluente da margem direita do rio Negro, AM CTGA_L_0185 Pseudogonatodes guianensis rio Darahá, afluente da margem direita do rio Negro, AM CTGA_L_0206 Pseudogonatodes guianensis rio Japurá, margem direita, AM CTGA_L_1019

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Teiidae Localidade ID Número CTGA Ameiva ameiva ameiva rio Darahá, afluente da margem direita do rio Negro, AM CTGA_L_0212 Cnemidophorus lemniscatus lemniscatus Flona Tapajós, margem direita do rio Tapajós, PA CTGA_L_0758 Crocodilurus amazonicus Igarapé do Jacinto, margem direita do rio Purus, AM CTGA_L_0306 Kentropyx altamazonica rio Ayuanã, afluente da margem esquerda do rio Negro, AM CTGA_L_0260 Kentropyx calcarata rio Jatapú, margem esquerda CTGA_L_0089 Kentropyx calcarata rio Jatapú, margem esquerda CTGA_L_0126 Resex Tapajós-Arapiuns, margem esquerda do rio Tapajós, Kentropyx calcarata CTGA_L_0647 PA Kentropyx pelviceps rio Japurá, margem esquerda, AM CTGA_L_1104 Tupinambis teguixin rio Jatapú, margem direita CTGA_L_0140 Tupinambis teguixin Igarapé do Jacinto, margem direita do rio Purus, AM CTGA_L_0386 Tropiduridae Localidade ID Número CTGA Plica plica rio Jatapú, margem esquerda CTGA_L_0146 Plica plica rio Darahá, afluente da margem direita do rio Negro, AM CTGA_L_0186 Plica plica Igarapé do Jacinto, margem direita do rio Purus, AM CTGA_L_0363 Plica umbra umbra Flona Saracá-Taquera, margem direita do rio Trombetas, PA CTGA_L_0980 Plica umbra ochrocollaris Igarapé do Jacinto, margem direita do rio Purus, AM CTGA_L_0271 Resex Tapajós-Arapiuns, margem esquerda do rio Tapajós, Plica umbra ochrocollaris CTGA_L_0579 PA Plica umbra ochrocollaris Flona Tapajós, margem direita do rio Tapajós, PA CTGA_L_0712 Plica umbra ochrocollaris rio Japurá, margem direita, AM CTGA_L_1105 Plica umbra ochrocollaris rio Japurá, margem direita, AM CTGA_L_1147 Uranoscodon superciliosus Igarapé do Jacinto, margem direita do rio Purus, AM CTGA_L_0385 Uranoscodon superciliosus Flona Tapajós, margem direita do rio Tapajós, PA CTGA_L_0747 Uranoscodon superciliosus rio Japura, margem direita CTGA_L_1097

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CAPÍTULO IV

DNA barcode na estimativa da diversidade genética de espécies de lagartos (Reptilia: Squamata) da Amazônia brasileira

Este manuscrito será submetido à revista PLoS ONE e segue as normas dessa revista.

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DNA barcode na estimativa da diversidade genética de espécies de lagartos (Reptilia: Squamata) da Amazônia brasileira

Deyla Paula de Oliveira 1, Sergio Marques de Souza 2, Vinicius Tadei de Carvalho 1, Fabiano Waldez 3, Roberto Rommel Zamora 1, Priscila Azarak 1, Tomas Hrbek 1*

1 Laboratório de Evolução e Genética Animal (LEGAL), Departamento de Biologia (ICB), Universidade Federal do Amazonas (UFAM), Av. Rodrigo Octávio Jordão Ramos, 3000, CEP 69077-000, Manaus - AM, Brasil, 2 Universidade de São Paulo (USP), Departamento de Zoologia, Rua do Matão, travessa 14, 101, Butantã. CEP 05422 - 970, São Paulo - SP, Brasil, 3 Laboratório de Biologia, Instituto Federal de Educação, Ciência e Tecnologia do Amazonas (IFAM), Rua Santos Dumont s/n, Vila Verde, CEP 69640- 000, Tabatinga - AM, Brasil.

* [email protected]

RESUMO: Os lagartos constituem um grupo de vertebrados terrestres altamente diversificados e abundantes na Floresta Amazônica brasileira. Contudo a diversidade de espécies de lagartos nessa paisagem pode estar sendo subestimada em virtude da sua grande dimensão e dos poucos estudos direcionados ao grupo. Considerando a utilidade do DNA barcode, como uma ferramenta eficaz e rápida para acelerar a identificação e descoberta de espécies, no presente estudo a ferramenta foi utilizada para identificar e delimitar 524 espécimens de lagartos amazônicos, representando 10 famílias, 29 gêneros e 54 espécies nominais de 22 localidades. As linhagens evolutivas para cada uma das espécies foram delimitadas com o método ABGD. Encontrada alta divergência genética com oito espécies apresentando divergência intraespecífica média ≥ 10%, sugestivas de espécies crípticas. Delimitação de 62.96% (34 spp.) em mais do que uma entidade evolutiva distinta, indicativo de que o número de espécies de lagartos amazônicos pode ser maior do que o descrito e que a real diversidade do grupo está sendo subestimada. Nesse caso, são necessárias investigações posteriores, com o uso da taxonomia integrativa para confirmações desses taxa, contribuindo assim para a melhoria da estimativa da riqueza das espécies do grupo. O presente estudo é o primeiro a examinar um grande número de espécies de lagartos da Amazônia brasileira. Os resultados confirmaram a eficácia do DNA barcode como uma ferramenta que permite identificar as espécies. A ferramenta permitiu ainda conhecer a biodiversidade das espécies de lagartos amazônicos, dando uma idéia da distribuição da divergência

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genética intra e interespecífica do grupo em foco.

Palavras-chave: Biodiversidade; delimitação de espécies, gene mitocondrial.

INTRODUÇÃO

A Amazônia apresenta alta biodiversidade de espécies, sendo considerada uma das regiões mais megadiversas do mundo [1]. Apesar disso, o conhecimento da diversidade de boa parte das espécies amazônicas ainda é incipiente [1, 2]. Além do mais, o aumento das ameaças de desflorestamento dessa paisagem, com a implementação de estradas como a BR319, mudanças do código florestal, expansão das fronteiras agrícolas representam um alerta para a urgente necessidade de acelerar o conhecimento acerca da biodiversidade encontrada nessa região [3,4]. Os marcadores moleculares surgiram como uma nova ferramenta para facilitar e complementar os estudos taxonômicos e com isso acelerar o acesso ao conhecimento da biodiversidade animal [5, 6, 7]. O DNA mitocondrial citocromo C oxidase subunidade I (CO1) tem sido defendido como uma ferramenta universal, eficaz, rápida e confiável para a identificação e descoberta das espécies animais [8, 9, 10]. Conhecida também como “DNA barcode”, essa ferramenta tem permitido solucionar problemas da taxonomia clássica [8, 9] e detectar espécies crípticas [11, 12]. O DNA mitocondrial tem sido utilizado com sucesso em trabalhos com diversos táxons, incluindo Lepidoptera [13, 14], peixes [15, 16, 17], aves [18, 11], morcegos [19, 20] e primatas [21]. O CO1 também foi utilizado com o intuito de ser estabelecido um banco de “DNA barcode” para répteis não-aviários de Madagáscar (Squamata e Testudines) [22], fornecendo uma ferramenta útil e padronizada para a identificação das espécies da herpetofauna coreana, visando o monitoramento e o manejo das mesmas [23] sendo utilizado para descrever uma nova espécie de lagarto Cyrtodactylus puhuensis [24]. Lagartos (Squamata: Sauria) consituem um grupo de vertebrados terrestres diversificado e abundante na floresta Amazônica brasileira, com aproximadamente 100 espécies [25]. Contudo a diversidade de espécies de lagartos nessa região pode estar sendo subestimada em virtude da grande dimensão dessa paisagem, o que dificulta o acesso à determinadas localidades com possíveis populações isoladas [26, 27], dos poucos estudos de cunho genético direcionados ao grupo [28, 1, 29, 30] e da ausência

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de revisões taxonômicas mais acuradas. Neste contexto, a metodologia do “DNA barcode” pode desempenhar um papel importante e proporcionar uma ferramenta eficaz na identificação e delimitação genética das espécies de lagartos Amazônicos, o que permitirá conhecer melhor a biodiversidade do grupo. Sendo assim, esse artigo teve como objetivo estabelecer um banco de dados de “DNA barcode” para 54 espécies nominais de lagartos (54% das espécies de lagartos descritos até o momento para a Amazônia brasileira) de 22 localidades da Amazônia brasileira. E com base nas comparações dos padrões da divergência genética entre taxa coespecíficos e congêneres poder fornecer informações valiosas sobre a história evolutiva recente das linhagens com os dados do “DNA barcode”.

MATERIAL E MÉTODOS

Declaração de Ética

Todas as amostras usadas neste estudo foram coletadas de acordo com as leis brasileiras e aprovadas pelo Instituto Brasileiro do Meio Ambiente e dos Recursos Naturais Renováveis (IBAMA), através do Sistema de Autorização e Informação em Biodiversidade (SISBIO) (processos 28976-1, 35424-1, 40186-1, 40186-2).

Dados da amostragem

A amostragem inclui 524 espécimens de lagartos, representando 10 famílias, 29 gêneros e 54 espécies nominais de lagartos (Tabela 1 e 2, Anexo A) de 22 localidades da Amazônia brasileira (Figura 1, Anexo B). O número amostral variou de 1 a 38 espécimens por espécie (Tabela 2, Anexo A). Os lagartos foram coletados por meio de três métodos de coletas complementares: i) procura visual diurna e noturna, ii) armadilhas de interceptação e queda com cerca-guia (pitfalls traps) [31, 32], além de iii) coletas ocasionais [33]. A procura visual noturna e diurna consistiu no deslocamento a pé, em velocidade lenta, ao longo das trilhas que compunham cada grade, à procura dos espécimes. A busca ativa diurna foi realizada nos trechos entre as áreas onde estavam instalados os pitfall traps (detalhados a seguir). Durante o período noturno, foram percorridos trechos de 1.000 m durante aproximadamente um período de cinco horas. O esforço de captura

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abrangeu todos os microhabitats possíveis e encontrados ao longo das trilhas, como vegetação, troncos caídos, folhiços e igarapés, localizando espécimes tanto em atividade, quanto em locais de abrigo. As armadilhas de interceptação e queda com cerca guia (pitfall traps) foram preparadas com um conjunto de quatro recipientes de 100 L enterrados no solo, instalados equidistantemente entre si, à uma distância de 8 m e dispostos em forma de Y. As armadilhas estavam interligadas por uma cerca guia de plástico com 80 centímetros de altura, que permitia guiar os espécimes para dentro das armadilhas, possibilitando a captura tanto de espécies terrestres, quanto fossoriais e de vida críptica (eg. lagartos de liteira/folhiço). Além das duas metodologias de coletas supracitadas, alguns dos espécimens foram coletados sem o uso de armadilhas, fora da busca ativa e com a ajuda de terceiros, denominada de coletas ocasionais. Os espécimes coletados foram anestesiados e eutanasiados com cloridrato de lidocaína 2% e éter etílico [34]. Foram feitas pequenas incisões na região ventral e femural de cada animal para a retirada de amostras de tecido hepático e / ou muscular. Os tecidos foram armazenados em microtubos e preservados em álcool 95%. Após a retirada dos tecidos, aplicou-se formaldeído 10% nas cavidades corpóreas para a fixação dos tecidos [35] e depois de 24 horas, conservados em etanol 70%. Alguns dos exemplares foram fotografados e/ou tiveram suas características morfológicas e padrões de coloração registrados in vivo. A nomenclatura para identificar morfologicamente os exemplares coletados neste estudo segue a lista brasileira de répteis [36] e Reptile Database [37], considerando as recentes mudanças [38, 39]. Embora as espécies brasileiras do gênero Anolis tenham sido recentemente realocadas em um novo gênero (Norops) [40], que foi posteriormente questionado por diversos pesquisadores [41], neste artigo se escolheu adotar a nomeclatura do gênero Anolis. Os tecidos coletados foram depositados na Coleção de Tecidos de Genética Animal (CTGA) do Laboratório de Evolução e Genética Animal, da Universidade Federal do Amazonas (LEGAL/UFAM) (CGEN, deliberação n°75 de 26/08/04). Os espécimes-testemunhos foram depositados na Coleção de Anfíbios e Répteis do Instituto Nacional de Pesquisas da Amazônia (INPA-H) e na Coleção de Zoologia Paulo Bürhnheim da Universidade Federal do Amazonas (CZPB/UFAM), Manaus, Amazonas, Brasil.

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Extração, amplificação e sequenciamento do DNA

O DNA genômico foi extraído das amostras de tecido (fígado e/ou músculo da cauda) preservadas em álcool 95% com o método fenol-clorofórmio [42]. O DNA foi avaliado pela qualidade e quantidade no espectrofotômetro NanoDrop 2000 (Thermo Scientific, Uniscience, Brasil). A reação em cadeia da polimerase (PCR) [43] foi utilizada para amplificar o gene mitocondrial COI [44]. As amplificações foram efetuadas em um termociclador Veriti® 96-well Thermal Cycler (Applied Biosystems, Foster City, CA, USA) em um volume final de reação de 15 μL, contendo 5.3 μL de água ultrapura, 1.2 µL de 50 mM

MgCl2 (Fermentas), 1.2 µL de 10 mM dNTPs (Fermentas), 1.5 µL de tampão 10X (100 mM Tris-HCl, pH 8,5, 500 mM KCl) (Fermentas), 1.5 µL de 5c de BSA; 1.5 μl do primer cocktails C_VF1LFt1–C_VR1LRt1 (2μM) (Tabela 3), 0.3 µL de 1 U da enzima Taq DNA polimerase (Fermentas) e 1.0 µL de DNA (50 ng/µL). Os ciclos de amplificação seguiram uma desnaturação inicial de 68°C por 1 minuto, seguido de 35 ciclos de desnaturação a 93°C por 30 segundos, anelamento a 50°C por 35 segundos e extensão a 68°C por 90 segundos. Uma extensão final foi realizada a 68°C por 7 minutos. As amplificações foram checadas via eletroforese em gel de agarose a 1% corado com GelRed™ (Biotium, Inc.) e purificados com uma solução de Exonuclease I e Fosfatase alcalina de camarão (ExoSap-IT®) (USB Corporation) seguindo as instruções do fabricante [45]. Após a purificação, os fragmentos de PCR foram sequenciados bidirecionalmente com uma reação de 4.4 μL de água ultrapura; 1.3 μL de tampão de sequenciamento 5X; 0.3 μL de BigDye Terminator v 3.1 (Applied Biosystems, Foster City, CA, USA); 2.0 μL dos primers forward (M13F -21) (2 μM) e/ou reverse (M13R -27) (2 μM) [46] (Tabela 3, Anexo 1) e 2.0 μL do produto de PCR purificado (20-50 ng/μL). As condições de termociclagem da reação seguiram passos padronizados [47]. Posteriormente os produtos sequenciados precipitados com EDTA/etanol e sequenciados no ABI PRISM® 3130 xl (Applied Biosystems, Foster City, CA, USA). Sequências dos primers, locais de coleta e dados de ratreamentos das amostras (identificações morfológicas e números dos registros depositadas nas coleções) serão submetidas ao Barcode of Life Data Systems (BOLD) (http // www.bold systems.org) no âmbito do projeto "Código de Barras de lagartos Amazônicos".

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Análises dos dados

Os eletroferogramas foram importados para o programa Geneious 6.1.8 [48] e as seqüências consensos foram geradas. Cada sequência consenso foi traduzida in silico, quando apropriada e posteriormente editada e alinhada. Como grupo externo, foi usada uma sequência de CO1 depositada no GenBank (CYTC4142-12.COI-5P) da espécie tuatara Sphenodon punctatus (Gray, 1842), considerada como grupo irmão de Squamata com base em dados morfológicos [49] e em análises filogenéticas [50]. Esse gênero também foi utilizado como grupo externo em outros trabalhos filogenéticos com Squamata [51]. Uma árvore de Máxima Verossimilhança com Bootstrap (1.000 réplicas), modelo CAT-GTR + Gamma foi gerada no RAxML [52] com o uso da plataforma CIPRES Science Gateway V. 3.3 (https://www.phylo.org/). Para delimitar os grupos de espécies ou linhagens biológicas foi usada a abordagem Automatic Barcode Gap Discovery Method (ABGD) [53]. O ABGD detecta automaticamente as diferenças significativas entre a divergência intra e interespecífica (Barcoding Gap) e define o limite da distância genética entre as divergências intra e interespecíficas baseados no padrão par-a-par da distância genética [53]. As análises no ABDG foram realizadas na interface web (http: //wwwabi.snv. jussieu.fr/public/abgd/) utilizando o modelo de Kimura-2-Parâmetros (K2P) de substituição de bases [54]. O limiar para a diversidade intraespecífica (p-distância) foi definido em um mínimo de 0.001 e máximo de 0.1. O valor padrão do Barcoding Gap foi X = 1.0. Após a delimitação dos grupos de espécies ou linhagens biológicas por meio do ABGD foram calculadas as distâncias par-a-par, distâncias intra e interespecífica, com base no modelo evolutivo de Kimura-2-Parâmetros e Bootstrap com 2.000 replicações para cada uma das espécies e as frequências de bases de nucleotídeos com o uso do programa Mega v. 6 [55].

Resultados

Sequências de “DNA barcode” foram obtidas para 524 espécimens, pertecentes a 54 espécies nominais de lagartos, constituindo cerca de 54% de toda a fauna conhecida de lagartos da Amazônia brasileira, representada por 29 gêneros, distribuídos em 10 famílias. Gymnophthalmidae com 19 espécies foi a família com maior número de

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espécies sequenciadas; seguida de Dactyloidae com 10 espécies; Teiidae com 7 espécies; Sphaerodactylidae com 6 espécies; Tropiduridae com 5 espécies; Mabuyidae e Gekkonidae com 2 espécies, respectivamente. Nas famílias Hoplocercidae, Iguanidae e Phyllodactylidae apenas uma espécie foi sequenciada (Tabelas 1 e 2, Anexo A). As sequências obtidas foram maiores que 550 pb e nenhuma inserção, deleção ou codón de parada foi observada. As frequências de bases de nucleotídeos foram: T (27.28%), C (28.61 %), A (23.42%) e G (20.69%). A árvore de máxima verossimilhança (ML) com suporte de bootstrap (1.000 réplicas) mostrando os agrupamentos e as relações entre as espécies encontram-se na figura 2 (Anexo B). Todas as espécies analisadas foram monofiléticas (Figura 2, Anexo B). As divergências genéticas médias intraespecíficas variaram de 0% a 14% (média = 4.4%) (Tabela 4). Em 21 espécies (39.21%) foram encontrados valores de divergências genéticas intraespecíficas iguais ou inferiores a 2%. Em contraste, 29 espécies (53.70%) apresentaram divergências genéticas intraespecíficas superiores a 2%. Divergências genéticas intraespecíficas (≥ 10%) foram detectadas dentro de 8 espécies (15.68%), com o maior valor observado na espécie Anolis planiceps (14%). As divergências genéticas médias interespecíficas variaram de 7% a 17% (média = 12.25%) entre os gêneros representados por mais que uma espécie (Tabela 5). Divergências genéticas intraespecíficas (> 2%) foram encontradas em indivíduos amostrados a partir das margens opostas dos rios e dentro das mesmas margens em trilhas próximas) e em diferentes altitudes para algumas espécies. Foram observadas divergências genéticas intraespecíficas (> 2%) em indivíduos coletados entre as margens opostas do rio Purus para as espécies Anolis tandai e Anolis transversalis, com 8% e 4% de divergência genética média intraespecíficas, respectivamente; entre indivíduos das espécies Iphisa elegans elegans e Copeoglossum nigropunctatum, com 12% e 14.8% de divergências genéticas média intraespecíficas, respectivamente e em indivíduos de Plica umbra ochrocollaris com 4%. Foram observadas divergências genéticas intraespecíficas (> 2%) nas margens opostas do rio Jatapú para as espécies Kentropyx calcarata e Tupinambis teguixin com 5% de divergência intraespecífica, respectivamente e em indivíduos de Copeoglossum nigropunctatum e de Iphisa elegans elegans com 7% de divergência intraespecífica, respectivamente. Na localidade de Santa Isabel do rio Negro, divergência de 23% foi encontrada entre indivíduos de Pseudogonatodes guianensis coletados nos rio Ayuanã e Darahá, afluentes das margens direita e esquerda do rio Negro. Uma divergência de 4% foi encontrada entre indivíduos

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da espécie Anolis fuscoauratus coletados nas margens opostas do rio Trombetas. No rio Tapajós, divergências entre margens opostas foram encontradas em indivíduos de Plica umbra ochrocollaris, com 12% de divergência genética média intraespecífica e em indivíduos de Copeoglossum nigropunctatum com 9%. No rio Japurá, divergências entre margens opostas foram encontradas em indivíduos de Plica umbra ochrocollaris, com 3% de divergência genética intraespecífica. Divergências genéticas intraespecíficas (> 2%) também foram encontradas em indivíduos amostrados dentro das mesmas localidades para indivíduos da espécie Arthrosaura kockii no rio Jari (UHE Jari) com 8% de divergência; para indivíduos das espécies Leposoma snethlageae na Rebio Abufari (3% de divergência genética média intraespecífica) e Chatogekko amazonicus (8%) no Igarapé do Jacinto, ambas localidades situadas no rio Purus. Divergências entre trillhas diferentes dentro da Flona Tapajós foram encontradas para indivíduos das espécies Cercosaura ocellata ocellata (3%) e Copeoglossum nigropunctatum (4%). Indivíduos de Cercosaura ocellata ocellata, também apresentaram divergências genéticas média intraespecíficas de 9% entre duas trilhas diferentes da Resex Tapajós-Arapiuns. Para a espécie Plica plica, foi encontrada divergência entre grupos de indivíduos amostrados na mesma área (Serra do Apiaú, RR), porém em altitudes diferentes entre 200 e 800 m respectivamente, com 12% de divergência genética intraespecífica. Foram identificadas de 2 a 69 linhagens biológicas entre as 54 espécies de lagartos analisadas neste estudo. A família Gymnophthalmidae foi a mais diversificada, com 13 das espécies compostas por mais que uma linhagem biológica, variando de um grupo para as espécies Bachia panoplia, Leposoma parietale, Neusticurus bicarinatus, Neusticurus ecpleopus, Tretioscincus agilis e Tretioscincus oriximinensis a oito grupos para as espécies Arthrosaura reticulata, Cercosaura ocellata ocellata e Iphisa elegans elegans (Tabela 6).

Discussão

A região Amazônica abriga uma rica diversidade de espécies de lagartos [25], no entanto pouco se sabe sobre a biodiversidade da grande maioria das espécies do grupo. Os poucos estudos que utilizaram métodos moleculares para analisar a diversidade filogenética em lagartos têm encontrado elevada diversidade genética, linhagens crípticas e possíveis espécies candidatas [28, 29, 4, 56], levando à descrição de novas

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espécies [1] ou mudanças do status taxonômico [30]. Todos esses casos têm demonstrado que a biodiversidade atual desse grupo tem sido subestimada. Levando em consideração que um dos maiores problemas para a conservação e gestão da biodiversidade de uma área é a falta de conhecimento da diversidade genética das espécies [57], no presente estudo, foi analisada a divergência genética de 54 espécies nominais de lagartos da Amazônia brasileira por meio do DNA barcode (gene CO1). Geralmente, tem sido usada uma divergência de 2% como um valor limite de corte heurístico para a delimitação das espécies animais [8, 9], no entanto, valores abaixo ou acima do limite aceito podem ser capazes de discriminar corretamente as espécies. Um valor de 10% foi sugerido como um limiar para identificar e delimitar espécies crípticas de anfíbios [58], porém outros autores estabeleceram um limiar menor de 5% para identificar e delimitar espécies de anfíbios e répteis [23, 59]. Apesar disso, um limiar mínimo e único que seja considerado indicativo de divergência genética e que permita delimitar lagartos ao nível de espécies ainda não existe. Este fato se deve à escassez de trabalhos publicados com o grupo (< 10 na Web of Science) [60] o que não permite um comparativo das divergências genéticas entre e dentro das espécies de lagartos. Os poucos estudos realizados com espécies de répteis, incluindo espécies de lagartos utilizando o DNA barcode como marcador molecular tende a encontrar valores de divergência (≥ 3%) [12, 22, 24, 28, 59, 61]. No entanto, nesses estudos também são relatados elevada divergência genética intraespecífica (4.3% a 28.7%) e espécies crípticas, com delimitação de novas espécies (e. g. Cyrtodactylus puhuensis) [24]. No presente estudo, 31 espécies (68.62%) mostraram divergências genéticas médias intraespecíficas (≥ 2%), com 8 espécies (15.68%) apresentando divergências genéticas intraespecíficas (≥ 10%), podendo ser consideradas fortes candidatas a potenciais novas espécies, tais como Anolis ortonii, Anolis planiceps, Cercosaura ocellata ocellata, Iphisa elegans elegans, Leposoma osvaldoi, Copeoglossum nigropunctatum, Chatogekko amazonicus e Pseudogonatodes guianensis. Mais do que uma linhagem biológica foram encontradas em nove das dez famílias analisadas, com exceção da família Hoplocercidae (Tabela 6). Gymnophthalmidae foi a família com o maior número de espécies (13 espécies) (68.42%) agrupadas em mais do que uma linhagem biológica, com 14 espécies (73.68%) apresentando divergência média intraespécifica (≥ 2%) e três espécies (15.78%) (≥ 10%). Essa família é reconhecida como sendo monofilética, com base em caracteres morfológicos e moleculares [62, 63], sendo considerada grupo-irmão da

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família Teiidae [62, 63], porém ainda existem questões sistemáticas controversas a serem resolvidas em alguns dos táxons dessa família [64], como exemplo dentro do complexo de espécie críptica Iphisa elegans elegans [56] que no presente estudo apresentou divergência média intraespecífica de 11%, subdivida em oito linhagens biológicas, o que reforça que potenciais novas espécies possam ser encontradas dentro do complexo Iphisa elegans elegans. Assim como para Iphisa elegans elegans, potenciais novas espécies poderiam ser encontradas dentro de Cercosaura ocellata ocellata e Leposoma osvaldoi, que no presente estudo apresentaram divergências médias intraespecíficas de 11% e 10%, subdividas em oito e cinco linhagens respectivamente. A distância genética média interespecífica entre as duas espécies do gênero Alopoglossus analisadas no presente estudo foi de 10% e entre Alopoglossus e sua espécie irmã, Ptychoglossus brevifrontalis foi de 25%, valor maior do que o relatado em outro trabalho com as mesmas espécies (22.8%) [65] A família Dactyloidae composta nesse trabalho por 10 espécies todas pertencentes ao genêro Anolis, genêro este considerado hiperdiverso [66], apresentou 80% das espécies (8 sp.) agrupadas em mais do que uma linhagem biológica, com 7 espécies (70%) apresentando divergência média intraespécifica (≥ 2%) e duas espécies (20%) (>10%). Anolis planiceps foi a espécie que apresentou a maior divergência média intraespecífica dentre todas as espécies analisadas no presente estudo (14%), estando subdividida em cinco linhagens biológicas. Possivelmente, potenciais novas espécies possam ser encontradas dentro de Anolis planiceps. Essa espécie já foi considerada como subespécie dentro da espécie Anolis chrysolepis, sendo recentemente elevada ao status de espécie com base em análises morfológicas e moleculares [30]. Para as espécies Anolis fuscoauratus, A. punctatus e A. ortonii foram encontradas divergências médias intraespecíficas de 0-9% (média = 5%), 0-8% (média = 6%) e 10%, respectivamente. Os valores de distâncias genéticas intraespecífica para essas mesmas espécies variaram de 3-4%, 4-9% e 6-8% em outro estudo com o gene CO1 [28]. Distâncias genéticas interespecíficas entre as espécies Anolis chrysolepis versus Anolis tandai; Anolis chrysolepis versus Anolis planiceps e Anolis tandai versus Anolis planiceps foram de 13%, 25% e 23% respectivamente, valores superiores ao encontrado em outro estudo com as mesmas espécies que variaram de 5%, 19.5% e 16.5% respectivamente [30]. A divergência interespecífica média entre todas as espécies do genêro Anolis analisadas no presente estudo foi de 16%. As famílias Sphaerodactylidae, Teiidae e Tropiduridae apresentaram

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respectivamente três espécies agrupadas em mais do que uma linhagem biológica. Em Sphaerodactylidae, 2 espécies (40%) apresentaram divergências médias intraespecíficas (≥ 2%) com uma espécie (Pseudogonatodes guianensis) apresentando divergência média intraespecífica igual a 11%, subdivididas em 4 linhagens. Uma das espécies dessa família, Chatogekko amazonicus, um pequeno gekonídeo de folhiço amplamente distribuído em toda a bacia amazônica, apresentou divergência intraespecífica de 0-20% (média=12%), distribuídas em sete linhagens. Em outro trabalho com essa mesma espécie, os autores encontraram divergência de 9.1-20.7%, distribuídas em cinco linhagens, o que sugere a existência de espécies crípticas dentro de C. amazonicus [29], fato reforçado no presente estudo. Das 7 espécies de Teiidae analisadas no presente estudo, 4 espécies (57.14%) apresentaram divergências médias intraespécificas (≥ 2%). A maior divergência foi encontrada dentro da espécie Kentropyx altamazonica (5%). Morfologicamente, Kentropyx é o gênero mais divergente dentro dos Teiinae, sendo considerado grupo irmão dos gêneros Tupinambis e Crocodilurus [39]. As distâncias interespecíficas média entre as três espécies de Kentropyx, entre Tupinambis versus Kentropyx e entre Crocodilurus versus Kentropyx foram de 7%, 31% e 25% respectivamente. Em Tropiduridae, 4 espécies (89%) apresentaram divergências médias intraespécificas (≥ 2%). Uma das espécies dessa família, Plica plica apresentou divergência intraespecífica média de 6%, distribuídas em quatro linhagens, o que reforça que Plica plica é um complexo de espécies crípticas conforme recente revisão taxonômica que resultou na descrição de quatro novas espécies anteriormente denominadas Plica plica [68]. A divergência interespecífica média entre todas as espécies do genêro Plica analisadas no presente estudo foi de 16%. As famílias Gekkonidae, Iguanidae, Mabuyidae e Phyllodactylidae, apresentam respectivamente uma espécie agrupada em mais de uma linhagem biológica. Em Gekkonidae, a espécie Hemidactylus palaichthus apresentou divergência média intraespecífica de 5%, subdividida em duas linhagens biológicas. Iguana iguana iguana, a única espécie da família Iguanidae encontrada na América do Sul continental [69], apresentou divergência média intraespecífica de 1%, distribuída em duas linhagens. Em Mabuyidae, a espécie Copeoglossum nigropunctatum apresentou divergência média intraespecífica de 10%, subdividida em nove linhagens biológicas, valor de divergência intraespecífica similar ao encontrado em outro trabalho com a mesma espécie, indicativo de que Copeoglossum nigropunctatum é um complexo de espécies crípticas

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[38]. A divergência média interespecífica entre as espécies C. nigropunctatum e Varzea bistriata foi de 16%, similar ao encontrado em outro estudo [38]. Para Thecadactylus rapicauda, a única espécie da família Phyllodactylidae analisada no presente estudo, foi encontrado uma divergência média intraespecífica de 7%, distribuída em quatro linhagens. Em outro estudo, os autores encontraram alta divergência genética, variando de 23.0 - 26.9% para essa espécie, o que levou os autores, em conjunto com outras fontes de dados, a descrever a espécie Thecadactylus solimoensis [1]. Em alguns casos, foram detectadas divergências genéticas intraespecíficas (> 2%) em grupos de indivíduos amostrados dentro das mesmas localidades e altitudes e a partir de margens opostas dos rios Purus, Jatapú, Tapajós, Negro, Trombetas e Japurá, indicativo de que esses rios comportam-se como barreiras físicas para algumas das espécies de lagartos analisadas no presente estudo. O rio Purus apresentou divergência genética intraespecífica média de 8.56% para cinco espécies (Anolis tandai, Anolis transversalis, Iphisa elegans elegans, Copeoglossum nigropunctatum e Plica umbra ochrocollaris) amostrados em suas margens opostas; rio Jatapú para quatro espécies (Kentropyx calcarata, Tupinambis teguixin, Copeoglossum nigropunctatum e Iphisa elegans elegans) com divergência genética intraespecífica média de 4.8% e no rio Tapajós para Plica umbra ochrocollaris e Copeoglossum nigropunctatum com divergência genética intraespecífica média de 10.5%. Nos rios Negro, Trombetas e Japurá foram encontradas divergências genéticas intraespecíficas médias em suas margens opostas de 23%, 4% e 3%, respectivamente para Pseudogonatodes guianensis, Anolis fuscoauratus e Plica umbra ochrocollaris. Divergências genéticas intraespecíficas (> 2%) também foram encontradas em grupos de indivíduos amostrados dentro das mesmas localidades na UHE Jari para Arthrosaura kockii com 8% de divergência genética intraespecíficas média entre as duas trilhas; em duas diferentes trilhas da Rebio Abufari e Igarapé do Jacinto, respectivamente para as espécies Leposoma snethlageae (3%) e Chatogekko amazonicus (8%), ambas localidades situadas nas margens esquerda e direita do rio Purus e em duas diferentes trilhas da Flona Tapajós para as espécies Cercosaura ocellata ocellata (3%) e Copeoglossum nigropunctatum (4%) e para a espécie Cercosaura ocellata ocellata (9%) na Resex Tapajós-Arapiuns, ambas localidades situadas nas margens direita e esquerda do rio Tapajós. Na Serra do Apiaú, divergência genética média intraespecífica de 12% foi encontrado entre indivíduos de Plica plica coletados em altitudes de 200 e 800 m respectivamente. Particularmente altas divergências entre margens opostas foram

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observadas no complexo de espécies Iphisa elegans elegans nas margens opostas dos rios Purus e Jatapú e para Copeoglossum nigropunctatum nas margens opostas dos rios Purus, Jatapú e Tapajós. A observação de grupos divergentes isolados por esses rios não é inteiramente surpreendente. Estudos com diversos grupos taxonômicos têm mostrado que os rios da bacia Amazônica e seus afluentes funcionam como barreiras [70], reduzindo ou inibindo o fluxo gênico entre as populações de táxons irmãos que habitam as margens opostas de um mesmo rio, levando consequentemente à diferenciação e especiação das mesmas em primatas [71] e aves [72]. O presente estudo é o primeiro a examinar um grande número de espécies de lagartos da Amazônia brasileira, cerca de 54% das espécies descritas até o momento para esta região [25]. Os resultados confirmaram a eficácia do DNA barcode como uma ferramenta que permite identificar espécies, discriminando 100% das espécies analisadas no presente estudo, concordando com as análises morfológicas feitas anteriormente. A ferramenta permitiu conhecer a distribuição da divergência genética intra e interespecífica do grupo em foco e um indicativo de que o número de espécies de lagartos pode ser maior do que o descrito até o momento e que a real diversidade do grupo está sendo subestimada. Encontrada alta divergência genética com oito espécies apresentando divergência intraespecífica média ≥ 10%, sugestivas de espécies crípticas. Delimitação de 62.96% (34 spp.) em mais do que uma entidade evolutiva distinta, indicativo de que o número de espécies de lagartos amazônicos pode ser maior do que o descrito e que a real diversidade do grupo está sendo subestimada. Nesse caso, fica evidente a necessidade de investigações posteriores, com o uso da taxonomia integrativa (junção de dados morfológicos, juntamente com dados de outros marcadores moleculares) para confirmações desses taxa, contribuindo assim para a melhoria da estimativa da riqueza das espécies do grupo. A subestimação e a alta divergência genética também foram observadas em outros grupos da herpetofauna tais como anuros [73, 74]. Por fim, o presente estudo constitui uma contribuição importante para o Barcode of Life Data Systems (BOLD) e DNA Barconding Amphibians & Reptiles (COLD CODE) [75], fornecendo as sequências de DNA barcode para uso em identificação das espécies de lagartos e permitindo-lhes estar disponível para uso em outras aplicações e estudos posteriores com enfoque populacional, ecológico, filogenético e filogeográfico.

Agradecimentos: Nós agradecemos Julio do Vale pela ajuda com a logística em duas

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áreas de coleta (Santa Isabel do rio Negro e Rebio Abufari/Igarapé do Jacinto); Sebastião Batista e os comunitários pela ajuda com a abertura das trilhas em seis pontos de amostragem (Jatapú; Santa Isabel do rio Negro; Rebio Abufari/Igarapé do Jacinto; Resex Tapajós-Arapiuns/Flona Tapajós; Rebio Trombetas/Flona Saracá-Taquera e Japurá); Luciano Naka pelo apoio logístico nas coletas do baixo rio Branco e a Romério Briglia pelo apoio logístico através da expedição Terra Incógnita; Patrik Ferreira Viana e Maria Doris Escobar Lizazaro por ler a primeira versão desse manuscrito, Juan Miguel Ruiz Ovalle com a ajuda com o desenho do mapa e Patrik Ferreira Viana pela ajuda com a identificação de alguns dos exemplares. Um agradecimento especial vai para todos os participantes do projeto SISBIOTA grupo Herpetofauna. Apoio logístico e financeiro foi fornecido pelo CNPq/SISBIOTA-BioPHAM 563348/2010 e FAPEAM 021/2011- Universal Amazonas. D.P.O, S.M.S, V.T.C , R.R.R.Z. receberam bolsa de doutorado da CAPES, FAPESP, Fapeam, CNPq e CAPES, respectivamente e T. H recebeu uma bolsa de produtividade em pesquisa do CNPq durante a execução deste estudo.

Contribuições dos autores Concebeu e desenhou os experimentos: D.P.O e T.H. Coletou os dados: D.P.O, E.O, F.W, P.A, R.R.Z, S.M, T.H, V.T.C. Interpretação e análises dos dados: D.P.O e T.H. Escreveu o manuscrito: D.P.O, F.W, P.A, R.R.Z, S.M, T. H, V.T.C.

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66. Araujo CO (2011). Squamata, Polychrotidae, Anolis chrysolepis Duméril and Bibron, 1837: Distribution extension. Check List 7 (3): 385 - 387. 67. Hurtado LA, SantaMaria CA, Fitzgerald LA (2014). The phylogenetic position of the Critically Endangered Saint Croix ground lizard Ameiva polops: revisiting molecular systematics of West Indian Ameiva. Zootaxa 3794 (2): 254 - 262. 68. Murphy, J.; Jowers, M. 2013. Treerunners, cryptic lizards of the Plica plica group (Squamata, Sauria, Tropiduridae) of northern South America. ZooKeys 355: 49 - 77. 69. Ávila - Pires TCS (1995). Lizards of Brasilian Amazônia (Reptilia - Squamata). Zoologische Verhandelingen 299: 1 - 706. 70. Wallace AR (1852) On the monkeys of the Amazon. Proceedings of the Zoological Society of London 20, 107 - 110. 71. Boubli JP, Ribas C, Alfaro JWL, Alfaro ME, Silva MNF, Pinho GM, Farias IP (2015). Spatial and temporal patterns of diversification on the Amazon: A test of the riverine hypothesis for all diurnal primates of Rio Negro and Rio Branco in Brazil. Molecular Phylogenetics and Evolution (82): 400-12. 72. Ribas CC, Aleixo A, Nogueira ACR, Miyaki CY, Cracraft J (2012). A 1058 palaeobiogeographic model for biotic diversification within Amazonia over 1059 the past three million years. Proceedings of the Royal Society B: Biological Sciences. 279 (1729), 681 -689. 73. Fouquet A, Gilles A, Vences M, Marty C, Blanc M, Gemmell NJ (2007) Underestimation of species richness in neotropical frogs revealed by mtDNA analyses. PLoS One 2, e1109. 74. Gehara M, Crawford AJ, Orrico VGD, Rodríguez A, Lötters S, Fouquet A, Barrientos LS, Brusquetti F, De la Riva I, Ernst R, Urrutia GG, Glaw F, Guayasamin JM, Hölting M, Jansen M, Kok PJR, Kwet A, Lingnau R, Lyra M, Moravec J, Pombal JP, Rojas-Runjaic FJM, Schulze A, Señaris JC, Solé M, Rodrigues MT, Twomey E, Haddad CFB, Vences M, Köhler J (2014) High levels of diversity uncovered in a widespread nominal taxon: Continental phylogeography of the Neotropical tree frog Dendropsophus minutus. PLoS One 9, e103958. 75. Murphy RW, Crawford AJ, Bauer AM, Che J, Donnellan SC, Fritz U, Haddad CFB, Nagy ZT, Poyarkov NA, Vences M, Wang W-Z, Zhang Y-P (2013). Cold Code: the global initiative to DNA barcode amphibians and nonavian reptiles. Molecular Ecology Resources, 13, 161 - 167.

145

ANEXO A

Tabela 1. Espécimens de lagartos analisados no estudo. As informações incluem números das amostras depositadas no CTGA / UFAM, número dos vouchers despositados no INPA-H e CBZ.

Família/Nome das espécies Localidade ID Número CTGA ID Número do Voucher Dactyloidae Anolis auratus rio Japurá, margem direita, AM CTGA_L_0995 Anolis auratus rio Japurá, margem direita, AM CTGA_L_1189 Anolis auratus rio Japurá, margem direita, AM CTGA_L_1198 Anolis auratus rio Japurá, margem direita, AM CTGA_L_1139 Anolis auratus rio Japurá, margem direita, AM CTGA_L_1054 Anolis chrysolepis rio Jatapú, margem esquerda, AM CTGA_L_0002 Anolis chrysolepis rio Jatapú, margem esquerda, AM CTGA_L_0005 Anolis chrysolepis rio Jatapú, margem esquerda, AM CTGA_L_0082 Anolis chrysolepis rio Jatapú, margem esquerda CTGA_L_0088 Anolis chrysolepis rio Jatapú, margem direita CTGA_L_0120 Anolis chrysolepis rio Jatapú, margem direita, AM CTGA_L_0123 INPA-H 31848 Anolis chrysolepis Flona Saracá-Taquera, margem direita do rio Trombetas, PA CTGA_L_0843 Anolis chrysolepis Flona Saracá-Taquera, margem direita do rio Trombetas, PA CTGA_L_0866 Anolis chrysolepis ReBio Trombetas, margem esquerda do rio Trombetas CTGA_L_0903 Anolis chrysolepis Usina Hidroelétrica Santo Antônio do Jari, AP CTGA_L_5035 Anolis fuscoauratus rio Jatapú, margem esquerda, AM CTGA_L_0001 Anolis fuscoauratus rio Jatapú, margem direita, AM CTGA_L_0009 INPA-H 31854 Anolis fuscoauratus rio Jatapú, margem direita, AM CTGA_L_0078

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Anolis fuscoauratus Igarapé do Jacinto, margem direita do rio Purus, AM CTGA_L_0381 INPA-H 34748 Anolis fuscoauratus Igarapé do Jacinto, margem direita do rio Purus, AM CTGA_L_0383 Anolis fuscoauratus Flona Tapajós, margem direita do rio Tapajós, PA CTGA_L_0663 Anolis fuscoauratus ReBio Trombetas, margem esquerda do rio Trombetas, PA CTGA_L_0770 INPA-H 34842 Anolis fuscoauratus Flona Saracá-Taquera, margem esquerda do rio Tapajós, PA CTGA_L_0894 Anolis fuscoauratus Serra do Apiaú, RR CTGA_L_5140 INPA-H 31733 Anolis fuscoauratus Serra do Apiaú, RR CTGA_L_5144 Anolis fuscoauratus baixo rio Branco, RR CTGA_L_5243 Anolis ortonii Igarapé do Jacinto, margem direita do rio Purus, AM CTGA_L_0365 INPA-H 34755 Anolis ortonii Usina Hidroelétrica Santo Antônio do Jari, PA CTGA_L_5057 Anolis planiceps rio Jatapú CTGA_L_0010 Anolis planiceps rio Jatapú, margem direita CTGA_L_0025 INPA-H 31856 Anolis planiceps rio Jatapú, margem direita CTGA_L_0072 Anolis planiceps rio Jatapú, margem direita CTGA_L_0133 Anolis planiceps rio Darahá, afluente da margem direita do rio Negro, AM CTGA_L_0172 INPA-H 34764 Anolis planiceps rio Darahá, afluente da margem direita do rio Negro, AM CTGA_L_0232 Anolis planiceps rio Darahá, afluente da margem direita do rio Negro, AM CTGA_L_0249 Anolis planiceps rio Darahá, afluente da margem direita do rio Negro, AM CTGA_L_0261 Anolis planiceps Flona Tapajós, margem direita do rio Tapajós, PA CTGA_L_0560 Anolis planiceps Resex Tapajós-Arapiuns, margem esquerda do rio Tapajós, PA CTGA_L_0568 Anolis planiceps Flona Tapajós, margem direita do rio Tapajós, PA CTGA_L_0606 Anolis planiceps Flona Tapajós, margem direita do rio Tapajós, PA CTGA_L_0627 Anolis planiceps Serra do Apiaú, RR CTGA_L_5129 Anolis planiceps Serra do Apiaú, RR CTGA_L_5137 Anolis planiceps Serra do Apiaú, RR CTGA_L_5143 Anolis planiceps Floresta Nacional do Trairão, PA CTGA_L_5198

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Anolis punctatus rio Japurá, margem direita, AM CTGA_L_1187 Anolis punctatus rio Japurá, margem esquerda, AM CTGA_L_1188 Anolis punctatus Usina Hidroelétrica Santo Antônio do Jari, PA CTGA_L_5034 Anolis tandai Igarapé do Jacinto, margem direita do rio Purus, AM CTGA_L_0305 INPA-H 34730 Anolis tandai Igarapé do Jacinto, margem direita do rio Purus, AM CTGA_L_0317 INPA-H 34729 Anolis tandai Rebio Abufari, margem esquerda do rio Purus, AM CTGA_L_0443 Anolis tandai Rebio Abufari, margem esquerda do rio Purus, AM CTGA_L_0519 Anolis tandai Resex Tapajós-Arapiuns, margem esquerda do rio Trombetas, PA CTGA_L_0552 INPA-H 34778 Anolis tandai Flona Tapajós, margem direita do rio Tapajós, PA CTGA_L_0622 Anolis tandai Flona Tapajós, margem direita do rio Tapajós, PA CTGA_L_0630 Anolis tandai Resex Tapajós-Arapiuns, margem esquerda do rio Trombetas, PA CTGA_L_0753 PARNA do Lago Jari, margem direita do rio Purus, margem Anolis tandai CTGA_L_5075 INPA-H 27400 esquerda do Igarapé do Jacinto, AM PARNA do Lago Jari, margem direita do rio Purus, margem Anolis tandai CTGA_L_5100 esquerda do Igarapé do Jacinto, AM Anolis tandai Autazes, AM CTGA_L_5275 Anolis trachyderma Floresta Nacional do Trairão, PA CTGA_L_5184 Anolis trachyderma Floresta Nacional do Trairão, PA CTGA_L_5190 INPA-H 26251 Anolis trachyderma Floresta Nacional do Trairão, PA CTGA_L_5208 INPA-H 26248 Anolis trachyderma Floresta Nacional do Trairão, PA CTGA_L_5194 INPA-H 26250 Anolis transversalis Igarapé do Jacinto, margem direita do rio Purus, AM CTGA_L_0276 INPA-H 34753 Anolis transversalis Igarapé do Jacinto, margem direita do rio Purus, AM CTGA_L_0340 INPA-H 34746 Anolis transversalis Rebio Abufari, margem esquerda do rio Purus, AM CTGA_L_0451 Anolis transversalis Rebio Abufari, margem esquerda do rio Purus, AM CTGA_L_0462 Anolis transversalis RDS Uacari, AM CTGA_L_5156 INPA-H 20477 Anolis sp. Nova Olinda do Norte, AM CTGA_L_5258 Anolis sp. Nova Olinda do Norte, AM CTGA_L_5260

148

Anolis sp. Nova Olinda do Norte, AM CTGA_L_5267 Anolis sp. Nova Olinda do Norte, AM CTGA_L_5271 Anolis sp. Nova Olinda do Norte, AM CTGA_L_5294 Anolis sp. Nova Olinda do Norte, AM CTGA_L_5304 Gekkonidae Localidade ID Número CTGA ID Número do Voucher Hemidactylus palaichthus Serra do Apiaú, RR CTGA_L_5112 INPA-H 31766 Hemidactylus palaichthus Serra do Apiaú, RR CTGA_L_5133 INPA-H 31767 Hemidactylus palaichthus baixo rio Branco, RR CTGA_L_5313 Hemidactylus palaichthus baixo rio Branco, RR CTGA_L_5314 Hemidactylus palaichthus Estação Ecológica de Niquiá, RR CTGA_L_5372 Hemidactylus mabouia RDS Uacari, AM CTGA_L_5158 INPA-H 20451 Gymnophthalmidae Localidade ID Número CTGA ID Número do Voucher Alopoglossus angulatus rio Jatapú, margem esquerda CTGA_L_0058 CZPB 29-40 Alopoglossus angulatus Igarapé do Jacinto, margem direita do rio Purus, AM CTGA_L_0299 INPA-H 34780 Alopoglossus angulatus Igarapé do Jacinto, margem direita do rio Purus, AM CTGA_L_0388 INPA-H 34819 Alopoglossus angulatus Rebio Abufari, margem esquerda do rio Purus, AM CTGA_L_0434 Alopoglossus angulatus Rebio Abufari, margem esquerda do rio Purus, AM CTGA_L_0456 INPA-H 34770 Alopoglossus angulatus rio Japurá, margem direita, AM CTGA_L_1000 Alopoglossus atriventris Igarapé do Jacinto, margem direita do rio Purus, AM CTGA_L_0274 INPA-H 34771 Alopoglossus atriventris Igarapé do Jacinto, margem direita do rio Purus, AM CTGA_L_0294 INPA-H 34767 Alopoglossus atriventris Igarapé do Jacinto, margem direita do rio Purus, AM CTGA_L_0327 Alopoglossus atriventris Rebio Abufari, margem esquerda do rio Purus, AM CTGA_L_0423 Alopoglossus atriventris Rebio Abufari, margem esquerda do rio Purus, AM CTGA_L_0433 Alopoglossus atriventris Rebio Abufari, margem esquerda do rio Purus, AM CTGA_L_0446 Alopoglossus atriventris rio Japurá, margem direita, AM CTGA_L_1018 Alopoglossus atriventris rio Japurá, margem esquerda, AM CTGA_L_1030

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Alopoglossus atriventris rio Japurá, margem esquerda, AM CTGA_L_1031 Alopoglossus atriventris rio Japurá, margem esquerda, AM CTGA_L_1052 Alopoglossus atriventris RDS Piagaçu-Purus, AM CTGA_L_5007 Alopoglossus atriventris RDS Piagaçu-Purus, AM CTGA_L_5015 PARNA do Lago Jari, margem direita do rio Purus, margem Alopoglossus atriventris CTGA_L_5061 INPA-H 27405 esquerda do Igarapé do Jacinto, AM PARNA do Lago Jari, margem direita do rio Purus, margem Alopoglossus atriventris CTGA_L_5096 esquerda do Igarapé do Jacinto, AM Alopoglossus atriventris RDS Uacari, AM CTGA_L_5154 INPA-H 20414 Arthrosaura kockii Usina Hidroelétrica Santo Antônio do Jari, AP CTGA_L_5045 INPA-H 32811 Arthrosaura kockii Usina Hidroelétrica Santo Antônio do Jari, AP CTGA_L_5048 INPA-H 30040 Arthrosaura reticulata rio Jatapú, margem direita CTGA_L_0011 Arthrosaura reticulata rio Jatapú, margem direita CTGA_L_0014 INPA-H 34830 Arthrosaura reticulata rio Jatapú, margem direita CTGA_L_0063 Arthrosaura reticulata rio Jatapú, margem direita CTGA_L_0116 INPA-H 34846 Arthrosaura reticulata rio Ayuanã, afluente da margem esquerda do rio Negro, AM CTGA_L_0262 Arthrosaura reticulata Igarapé do Jacinto, margem direita do rio Purus, AM CTGA_L_0316 INPA-H 34735 Arthrosaura reticulata Flona Saracá-Taquera, margem direita do rio Trombetas, PA CTGA_L_0853 INPA-H 34843 Arthrosaura reticulata rio Japurá, margem esquerda CTGA_L_1101 Arthrosaura reticulata RDS Piagaçu-Purus, AM CTGA_L_5017 Arthrosaura reticulata Floresta Nacional do Trairão, PA CTGA_L_5183 INPA-H 26246 Arthrosaura reticulata Floresta Nacional do Trairão, PA CTGA_L_5187 INPA-H 26245 Arthrosaura reticulata Floresta Nacional do Trairão, PA CTGA_L_5188 Arthrosaura reticulata Floresta Nacional do Trairão, PA CTGA_L_5189 Arthrosaura reticulata Autazes, AM CTGA_L_5282 Arthrosaura reticulata Autazes, AM CTGA_L_5286 Arthrosaura reticulata Autazes, AM CTGA_L_5291

150

Arthrosaura reticulata Nova Olinda do Norte, AM CTGA_L_5308 Arthrosaura reticulata Nova Olinda do Norte, AM CTGA_L_5309 Bachia flavescens rio Jatapú, margem direita, AM CTGA_L_0081 CZPB 25-35 Bachia flavescens Floresta Nacional do Trairão, PA CTGA_L_5182 INPA-H 26236 Bachia flavescens Floresta Nacional do Trairão, PA CTGA_L_5186 INPA-H 27714 Bachia flavescens Floresta Nacional do Trairão, PA CTGA_L_5201 INPA-H 26237 Bachia panoplia rio Jatapú, margem direita, AM CTGA_L_0018 Bachia panoplia rio Jatapú, margem direita, AM CTGA_L_0028 Bachia panoplia rio Jatapú, margem direita, AM CTGA_L_0056 INPA-H 31847 Bachia panoplia rio Jatapú, margem direita, AM CTGA_L_0106 Bachia panoplia rio Jatapú, margem direita, AM CTGA_L_0115 Cercosaura argulus Igarapé do Jacinto, margem direita do rio Purus, AM CTGA_L_0277 INPA-H 34761 Cercosaura argulus Igarapé do Jacinto, margem direita do rio Purus, AM CTGA_L_0290 INPA-H 34760 Cercosaura argulus Igarapé do Jacinto, margem direita do rio Purus, AM CTGA_L_0378 Cercosaura argulus Flona Tapajós, margem direita do rio Tapajós, PA CTGA_L_0720 Cercosaura argulus Floresta Nacional do Trairão, PA CTGA_L_5226 Cercosaura ocellata ocellata Igarapé do Jacinto, margem direita do rio Purus, AM CTGA_L_0273 Cercosaura ocellata ocellata Igarapé do Jacinto, margem direita do rio Purus, AM CTGA_L_0296 INPA-H 34732 Cercosaura ocellata ocellata Igarapé do Jacinto, margem direita do rio Purus, AM CTGA_L_0302 Cercosaura ocellata ocellata Igarapé do Jacinto, margem direita do rio Purus, AM CTGA_L_0335 Cercosaura ocellata ocellata Igarapé do Jacinto, margem direita do rio Purus, AM CTGA_L_0351 Cercosaura ocellata ocellata Resex Tapajós-Arapiuns, margem esquerda do rio Tapajós, PA CTGA_L_0536 INPA-H 34743 Cercosaura ocellata ocellata Flona Tapajós, margem direita do rio Tapajós, PA CTGA_L_0587 INPA-H 34737 Cercosaura ocellata ocellata Resex Tapajós-Arapiuns, margem esquerda do rio Tapajós, PA CTGA_L_0729 Cercosaura ocellata ocellata Flona Tapajós, margem direita do rio Tapajós, PA CTGA_L_0736 INPA-H 34727 Cercosaura ocellata ocellata Flona Tapajós, margem direita do rio Tapajós, PA CTGA_L_0750

151

Cercosaura ocellata ocellata RDS Piagaçu-Purus, AM CTGA_L_5006 PARNA do Lago Jari, margem direita do rio Purus, margem Cercosaura ocellata ocellata CTGA_L_5062 INPA-H 27394 esquerda do Igarapé do Jacinto, AM PARNA do Lago Jari, margem direita do rio Purus, margem Cercosaura ocellata ocellata CTGA_L_5071 esquerda do Igarapé do Jacinto, AM PARNA do Lago Jari, margem direita do rio Purus, margem Cercosaura ocellata ocellata CTGA_L_5072 INPA-H 27396 esquerda do Igarapé do Jacinto, AM PARNA do Lago Jari, margem direita do rio Purus, margem Cercosaura ocellata ocellata CTGA_L_5082 esquerda do Igarapé do Jacinto, AM PARNA do Lago Jari, margem direita do rio Purus, margem Cercosaura ocellata ocellata CTGA_L_5102 esquerda do Igarapé do Jacinto, AM Cercosaura ocellata ocellata Serra do Apiaú, RR CTGA_L_5145 Cercosaura ocellata ocellata Floresta Nacional do Trairão, PA CTGA_L_5237 Cercosaura ocellata ocellata Nova Olinda do Norte, AM CTGA_L_5262 Cercosaura ocellata ocellata Nova Olinda do Norte, AM CTGA_L_5263 Cercosaura ocellata ocellata Nova Olinda do Norte, AM CTGA_L_5266 Cercosaura ocellata ocellata Nova Olinda do Norte, AM CTGA_L_5279 Cercosaura ocellata ocellata Nova Olinda do Norte, AM CTGA_L_5281 Cercosaura ocellata ocellata Nova Olinda do Norte, AM CTGA_L_5284 Cercosaura ocellata ocellata Nova Olinda do Norte, AM CTGA_L_5293 Cercosaura ocellata ocellata Nova Olinda do Norte, AM CTGA_L_5305 Cercosaura ocellata ocellata Autazes, AM CTGA_L_5274 Cercosaura ocellata ocellata Autazes, AM CTGA_L_5276 Iphisa elegans elegans rio Jatapú, margem direita CTGA_L_0026 INPA-H 34838 Iphisa elegans elegans rio Jatapú, margem direita CTGA_L_0054 Iphisa elegans elegans rio Jatapú, margem esquerda CTGA_L_0087 Iphisa elegans elegans rio Jatapú, margem direita CTGA_L_0098 INPA-H 34807

152

Iphisa elegans elegans rio Jatapú, margem esquerda CTGA_L_0122 Iphisa elegans elegans rio Jatapú, margem esquerda CTGA_L_0145 CZPB 28-39 Iphisa elegans elegans Igarapé do Jacinto, margem direita do rio Purus, AM CTGA_L_0352 INPA-H 34779 Iphisa elegans elegans Igarapé do Jacinto, margem direita do rio Purus, AM CTGA_L_0375 Iphisa elegans elegans Rebio Abufari, margem esquerda do rio Purus, AM CTGA_L_0428 Iphisa elegans elegans Rebio Abufari, margem esquerda do rio Purus, AM CTGA_L_0445 Iphisa elegans elegans Flona Tapajós, margem direita do rio Tapajós, PA CTGA_L_0730 Iphisa elegans elegans Flona Saracá-Taquera, margem direita do rio Trombetas, PA CTGA_L_0778 Iphisa elegans elegans Flona Saracá-Taquera, margem direita do rio Trombetas, PA CTGA_L_0842 Iphisa elegans elegans Usina Hidroelétrica Santo Antônio do Jari, PA CTGA_L_5039 Iphisa elegans elegans Usina Hidroelétrica Santo Antônio do Jari, AP CTGA_L_5056 INPA-H 28955 PARNA do Lago Jari, margem direita do rio Purus, margem Iphisa elegans elegans CTGA_L_5076 INPA-H_27327 esquerda do Igarapé do Jacinto, AM PARNA do Lago Jari, margem direita do rio Purus, margem Iphisa elegans elegans CTGA_L_5077 INPA-H_27328 esquerda do Igarapé do Jacinto, AM PARNA do Lago Jari, margem direita do rio Purus, margem Iphisa elegans elegans CTGA_L_5081 INPA-H_27329 esquerda do Igarapé do Jacinto, AM Leposoma guianense rio Jatapú CTGA_L_0023 Leposoma guianense rio Jatapú, margem esquerda CTGA_L_0024 Leposoma guianense rio Jatapú, margem esquerda CTGA_L_0041 Leposoma guianense rio Jatapú, margem esquerda CTGA_L_0044 Leposoma guianense rio Jatapú, margem esquerda CTGA_L_0045 Leposoma guianense rio Jatapú, margem esquerda CTGA_L_0059 Leposoma guianense rio Jatapú, margem esquerda CTGA_L_0142 Leposoma guianense Flona Saracá-Taquera, margem direita do rio Trombetas, PA CTGA_L_0858 Leposoma guianense Flona Saracá-Taquera, margem direita do rio Trombetas, PA CTGA_L_0860

153

Leposoma guianense Flona Saracá-Taquera, margem direita do rio Trombetas, PA CTGA_L_0910 Leposoma guianense ReBio Trombetas, margem esquerda do rio Trombetas, PA CTGA_L_0926 INPA-H 34836 Leposoma guianense Usina Hidroelétrica Santo Antônio do Jari, AP CTGA_L_5038 INPA-H 30041 Leposoma guianense Usina Hidroelétrica Santo Antônio do Jari, AP CTGA_L_5051 INPA-H 30057 Leposoma guianense Usina Hidroelétrica Santo Antônio do Jari, AP CTGA_L_5052 Leposoma guianense Usina Hidroelétrica Santo Antônio do Jari, AP CTGA_L_5053 INPA-H 29031 Leposoma parietale rio Japurá, margem direita, AM CTGA_L_1062 Leposoma parietale rio Japurá, margem direita, AM CTGA_L_1063 Leposoma percarinatum rio Jatapú, margem direita CTGA_L_0027 Leposoma percarinatum rio Jatapú, margem direita CTGA_L_0113 Leposoma percarinatum rio Jatapú, margem direita CTGA_L_0124 Leposoma cf. percarinatum rio Darahá, afluente da margem direita do rio Negro, AM CTGA_L_0158 Leposoma cf. percarinatum rio Darahá, afluente da margem direita do rio Negro, AM CTGA_L_0187 Leposoma cf. percarinatum rio Darahá, afluente da margem direita do rio Negro, AM CTGA_L_0191 Leposoma cf. percarinatum rio Darahá, afluente da margem direita do rio Negro, AM CTGA_L_0203 Leposoma cf. percarinatum rio Ayuanã, afluente da margem esquerda do rio Negro, AM CTGA_L_0208 Leposoma cf. percarinatum rio Ayuanã, afluente da margem esquerda do rio Negro, AM CTGA_L_0248 Leposoma percarinatum Rebio Abufari, margem esquerda do rio Purus, AM CTGA_L_0478 INPA-H 31122 Leposoma percarinatum Rebio Abufari, margem esquerda do rio Purus, AM CTGA_L_0492 INPA-H 31105 Leposoma percarinatum Serra do Apiaú, RR CTGA_L_5149 Leposoma percarinatum Serra do Apiaú, RR CTGA_L_5150 Leposoma percarinatum Floresta Nacional do Trairão, PA CTGA_L_5185 Leposoma percarinatum Nova Olinda do Norte, AM CTGA_L_5269 Leposoma percarinatum Nova Olinda do Norte, AM CTGA_L_5296 Leposoma percarinatum baixo rio Branco, RR CTGA_L_5347 Leposoma percarinatum baixo rio Branco, RR CTGA_L_5350

154

Leposoma cf. osvaldoi rio Jatapú, margem direita CTGA_L_0029 Leposoma cf. osvaldoi rio Jatapú, margem direita CTGA_L_0036 Leposoma cf. osvaldoi rio Jatapú, margem direita CTGA_L_0075 Leposoma cf. osvaldoi rio Jatapú, margem direita CTGA_L_0117 Leposoma osvaldoi Igarapé do Jacinto, margem direita do rio Purus, AM CTGA_L_0295 INPA-H 31124 Leposoma osvaldoi Igarapé do Jacinto, margem direita do rio Purus, AM CTGA_L_0298 INPA-H 31127 Leposoma osvaldoi Igarapé do Jacinto, margem direita do rio Purus, AM CTGA_L_0315 INPA-H 31119 Leposoma osvaldoi Flona Tapajós, margem direita do rio Tapajós, PA CTGA_L_0631 PARNA do Lago Jari, margem direita do rio Purus, margem Leposoma osvaldoi CTGA_L_5060 INPA-H 27343 esquerda do Igarapé do Jacinto, AM PARNA do Lago Jari, margem direita do rio Purus, margem Leposoma osvaldoi CTGA_L_5064 INPA-H 27344 esquerda do Igarapé do Jacinto, AM PARNA do Lago Jari, margem direita do rio Purus, margem Leposoma osvaldoi CTGA_L_5084 INPA-H 27346 esquerda do Igarapé do Jacinto, AM PARNA do Lago Jari, margem direita do rio Purus, margem Leposoma osvaldoi CTGA_L_5094 esquerda do Igarapé do Jacinto, AM PARNA do Lago Jari, margem direita do rio Purus, margem Leposoma osvaldoi CTGA_L_5097 esquerda do Igarapé do Jacinto, AM PARNA do Lago Jari, margem direita do rio Purus, margem Leposoma osvaldoi CTGA_L_5103 esquerda do Igarapé do Jacinto, AM Leposoma osvaldoi Nova Olinda do Norte, AM CTGA_L_5257 Leposoma osvaldoi Autazes, AM CTGA_L_5292 Leposoma osvaldoi Autazes, AM CTGA_L_5306 Leposoma osvaldoi Autazes, AM CTGA_L_5307 Leposoma snethlageae Rebio Abufari, margem esquerda do rio Purus, AM CTGA_L_0425 INPA-H 31104 Leposoma snethlageae Rebio Abufari, margem esquerda do rio Purus, AM CTGA_L_0430 INPA-H 31116 Leposoma snethlageae Rebio Abufari, margem esquerda do rio Purus, AM CTGA_L_0442 INPA-H 31118 Leposoma snethlageae Nova Olinda do Norte, AM CTGA_L_5302

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Neusticurus bicarinatus Flona Tapajós, margem direita do rio Tapajós, PA CTGA_L_0725 Neusticurus ecpleopus rio Japurá, margem direita, AM CTGA_L_1142 Neusticurus ecpleopus rio Japurá, margem esquerda, AM CTGA_L_1169 Ptychoglossus brevifrontalis rio Jatapú, margem direita CTGA_L_0097 Ptychoglossus brevifrontalis rio Jatapú, margem direita CTGA_L_0125 CZPB 26-36 Ptychoglossus brevifrontalis rio Jatapú, margem direita CTGA_L_0119 CZPB 21-27 Ptychoglossus brevifrontalis rio Jatapú, margem direita CTGA_L_0148 CZPB 26-37 Ptychoglossus brevifrontalis Igarapé do Jacinto, margem direita do rio Purus, AM CTGA_L_0272 INPA-H 34726 Ptychoglossus brevifrontalis Rebio Abufari, margem esquerda do rio Purus, AM CTGA_L_0458 INPA-H 34728 Ptychoglossus brevifrontalis Rebio Abufari, margem esquerda do rio Purus, AM CTGA_L_0473 INPA-H 34759 Ptychoglossus brevifrontalis Rebio Abufari, margem esquerda do rio Purus, AM CTGA_L_0484 Ptychoglossus brevifrontalis Rebio Abufari, margem esquerda do rio Purus, AM CTGA_L_0487 Ptychoglossus brevifrontalis Flona Tapajós, margem direita do rio Tapajós, PA CTGA_L_0565 Ptychoglossus brevifrontalis Flona Saracá-Taquera, margem direita do rio Trombetas, PA CTGA_L_0844 Ptychoglossus brevifrontalis Flona Saracá-Taquera, margem direita do rio Trombetas, PA CTGA_L_0861 Ptychoglossus brevifrontalis rio Japurá, margem direita, AM CTGA_L_1190 Ptychoglossus brevifrontalis Floresta Nacional do Trairão, PA CTGA_L_5191 INPA-H 26287 Ptychoglossus brevifrontalis Floresta Nacional do Trairão, PA CTGA_L_5199 INPA-H 26259 Tretioscincus aff. oriximinensis rio Darahá, afluente da margem direita do rio Negro, AM CTGA_L_0150 INPA-H 34785 Tretioscincus aff. oriximinensis rio Darahá, afluente da margem direita do rio Negro, AM CTGA_L_0236 Tretioscincus aff. oriximinensis rio Darahá, afluente da margem direita do rio Negro, AM CTGA_L_0237 Tretioscincus agilis Usina Hidroelétrica Santo Antônio do Jari, AP CTGA_L_5050 INPA-H 32805 Tretioscincus agilis Usina Hidroelétrica Santo Antônio do Jari, AP CTGA_L_5054 Hoplocercidae Localidade ID Número CTGA ID Número do Voucher Enyalioides laticeps rio Darahá, afluente da margem direita do rio Negro, AM CTGA_L_0238 Enyalioides laticeps rio Ayuanã, afluente da margem esquerda do rio Negro, AM CTGA_L_0256 INPA-H 34808

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Iguanidae Localidade ID Número CTGA ID Número do Voucher Iguana iguana iguana Resex Tapajós-Arapiuns, margem esquerda do rio Tapajós, PA CTGA_L_0640 Iguana iguana iguana Resex Tapajós-Arapiuns, margem esquerda do rio Tapajós, PA CTGA_L_0641 INPA-H 34801 Iguana iguana iguana ReBio Trombetas, margem esquerda do rio Trombetas, PA CTGA_L_0768 Iguana iguana iguana ReBio Trombetas, margem esquerda do rio Trombetas, PA CTGA_L_0948 Iguana iguana iguana Usina Hidroelétrica Santo Antônio do Jari, PA CTGA_L_5055 INPA-H 2884 Iguana iguana iguana RDS Uacari, AM CTGA_L_5155 INPA-H 20499 Iguana iguana iguana RDS Uacari, AM CTGA_L_5165 INPA-H 20498 Iguana iguana iguana baixo rio Branco, RR CTGA_L_5245 Mabuyidae Localidade ID Número CTGA ID Número do Voucher Copeoglossum nigropunctatum rio Jatapú CTGA_L_0015 Copeoglossum nigropunctatum rio Jatapú, margem direita CTGA_L_0016 INPA-H 34805 Copeoglossum nigropunctatum rio Jatapú, margem direita CTGA_L_0019 Copeoglossum nigropunctatum rio Jatapú, margem esquerda CTGA_L_0043 INPA-H 34840 Copeoglossum nigropunctatum rio Jatapú, margem esquerda CTGA_L_0091 Copeoglossum nigropunctatum rio Jatapú, margem esquerda CTGA_L_0093 Copeoglossum nigropunctatum rio Jatapú, margem direita CTGA_L_0131 Copeoglossum nigropunctatum rio Darahá, afluente da margem direita do rio Negro, AM CTGA_L_0174 INPA-H 34809 Copeoglossum nigropunctatum Igarapé do Jacinto, margem direita do rio Purus, AM CTGA_L_0312 INPA-H 34775 Copeoglossum nigropunctatum Igarapé do Jacinto, margem direita do rio Purus, AM CTGA_L_0314 INPA-H 34769 Copeoglossum nigropunctatum Rebio Abufari, margem esquerda do rio Purus, AM CTGA_L_0474 Copeoglossum nigropunctatum Rebio Abufari, margem esquerda do rio Purus, AM CTGA_L_0491 Copeoglossum nigropunctatum Resex Tapajós-Arapiuns, margem esquerda do rio Tapajós, PA CTGA_L_0547 INPA-H 34818 Copeoglossum nigropunctatum Resex Tapajós-Arapiuns, margem esquerda do rio Tapajós, PA CTGA_L_0548 INPA-H 34817 Copeoglossum nigropunctatum Flona Tapajós, margem direita do rio Tapajós, PA CTGA_L_0594 INPA-H 34832

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Copeoglossum nigropunctatum Flona Tapajós, margem direita do rio Tapajós, PA CTGA_L_0605 Copeoglossum nigropunctatum ReBio Trombetas, margem esquerda do rio Trombetas, PA CTGA_L_0699 Copeoglossum nigropunctatum Resex Tapajós-Arapiuns, margem esquerda do rio Tapajós, PA CTGA_L_0700 Copeoglossum nigropunctatum Flona Saracá-Taquera, margem direita do rio Trombetas, PA CTGA_L_0839 Copeoglossum nigropunctatum ReBio Trombetas, margem esquerda do rio Trombetas, PA CTGA_L_0973 Copeoglossum nigropunctatum rio Japurá, margem direita, AM CTGA_L_1108 Copeoglossum nigropunctatum rio Japurá, margem direita, AM CTGA_L_1184 Copeoglossum nigropunctatum Usina Hidroelétrica Santo Antônio do Jari, AP CTGA_L_5023 Copeoglossum nigropunctatum Usina Hidroelétrica Santo Antônio do Jari, PA CTGA_L_5025 INPA-H 28889 Copeoglossum nigropunctatum Usina Hidroelétrica Santo Antônio do Jari, AP CTGA_L_5029 INPA-H 28890 Copeoglossum nigropunctatum Usina Hidroelétrica Santo Antônio do Jari, AP CTGA_L_5030 INPA-H 28887 PARNA do Lago Jari, margem direita do rio Purus, margem Copeoglossum nigropunctatum CTGA_L_5063 INPA-H_27288 esquerda do Igarapé do Jacinto, AM PARNA do Lago Jari, margem direita do rio Purus, margem Copeoglossum nigropunctatum CTGA_L_5065 INPA-H_27289 esquerda do Igarapé do Jacinto, AM PARNA do Lago Jari, margem direita do rio Purus, margem Copeoglossum nigropunctatum CTGA_L_5083 INPA-H_27290 esquerda do Igarapé do Jacinto, AM Copeoglossum nigropunctatum Serra do Apiaú, RR CTGA_L_5109 Copeoglossum nigropunctatum Serra do Apiaú, RR CTGA_L_5125 Copeoglossum nigropunctatum Serra do Apiaú, RR CTGA_L_5139 Copeoglossum nigropunctatum Serra do Apiaú, RR CTGA_L_5146 Copeoglossum nigropunctatum RDS Uacari, AM CTGA_L_5161 INPA-H 20419 Copeoglossum nigropunctatum baixo rio Branco, RR CTGA_L_5322 Copeoglossum nigropunctatum Floresta Nacional do Trairão, PA CTGA_L_5225 INPA-H 26243 Copeoglossum nigropunctatum baixo rio Branco, RR CTGA_L_5325 Copeoglossum nigropunctatum Estação Ecológica de Niquiá, RR CTGA_L_5376

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Varzea bistriata Igarapé do Jacinto, margem direita do rio Purus, AM CTGA_L_0280 INPA-H 34814 Varzea bistriata RDS Uacari, AM CTGA_L_5162 INPA-H 20416 Varzea bistriata RDS Uacari, AM CTGA_L_5164 INPA-H 20415 Varzea bistriata RDS Uacari, AM CTGA_L_5166 INPA-H 20417 Phyllodactylidae Localidade ID Número CTGA ID Número do Voucher Thecadactylus rapicauda rio Jatapú CTGA_L_0094 CZPB 32-44 Thecadactylus rapicauda ReBio Trombetas, margem esquerda do rio Trombetas, PA CTGA_L_0979 Thecadactylus rapicauda Serra do Apiaú, RR CTGA_L_5119 INPA-H 31658 Thecadactylus rapicauda Serra do Apiaú, RR CTGA_L_5138 INPA-H 31660 Thecadactylus rapicauda Serra do Apiaú, RR CTGA_L_5128 Thecadactylus rapicauda Serra do Apiaú, RR CTGA_L_5141 INPA-H 31662 Thecadactylus rapicauda Nova Olinda do Norte, AM CTGA_L_5268 Sphaerodactylidae Localidade ID Número CTGA ID Número do Voucher Chatogekko amazonicus rio Jatapú, margem direita CTGA_L_0035 CZPB 24-32 Chatogekko amazonicus rio Jatapú, margem direita CTGA_L_0062 Chatogekko amazonicus Igarapé do Jacinto, margem direita do rio Purus, AM CTGA_L_0278 INPA-H 34783 Chatogekko amazonicus Igarapé do Jacinto, margem direita do rio Purus, AM CTGA_L_0304 INPA-H 34731 Chatogekko amazonicus Igarapé do Jacinto, margem direita do rio Purus, AM CTGA_L_0318 INPA-H 34786 Chatogekko amazonicus Rebio Abufari, margem esquerda do rio Purus, AM CTGA_L_0500 Chatogekko amazonicus Resex Tapajós-Arapiuns, margem esquerda do rio Tapajós, PA CTGA_L_0571 INPA-H 34762 Chatogekko amazonicus Flona Tapajós, margem direita do rio Tapajós, PA CTGA_L_0584 Chatogekko amazonicus Resex Tapajós-Arapiuns, margem esquerda do rio Tapajós, PA CTGA_L_0633 INPA-H 34777 Chatogekko amazonicus Flona Saracá-Taquera, margem direita do rio Trombetas, PA CTGA_L_0840 Chatogekko amazonicus ReBio Trombetas, margem esquerda do rio Trombetas, PA CTGA_L_0888 INPA-H 34835 Chatogekko amazonicus ReBio Trombetas, margem esquerda do rio Trombetas, PA CTGA_L_0915 Chatogekko amazonicus RDS Piagaçu-Purus, AM CTGA_L_5008

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Chatogekko amazonicus Usina Hidroelétrica Santo Antônio do Jari, PA CTGA_L_5042 INPA-H 28892 Chatogekko amazonicus Usina Hidroelétrica Santo Antônio do Jari, PA CTGA_L_5046 INPA-H 30063 Chatogekko amazonicus Floresta Nacional do Trairão, PA CTGA_L_5168 Chatogekko amazonicus Floresta Nacional do Trairão, PA CTGA_L_5175 Chatogekko amazonicus Nova Olinda do Norte, AM CTGA_L_5259 Chatogekko amazonicus Nova Olinda do Norte, AM CTGA_L_5297 Chatogekko amazonicus Nova Olinda do Norte, AM CTGA_L_5298 Coleodactylus septentrionalis Serra do Apiaú, RR CTGA_L_5107 Coleodactylus septentrionalis Serra do Apiaú, RR CTGA_L_5108 INPA-H 31739 Coleodactylus septentrionalis Serra do Apiaú, RR CTGA_L_5113 Coleodactylus septentrionalis Serra do Apiaú, RR CTGA_L_5114 INPA-H 31741 Coleodactylus septentrionalis Serra do Apiaú, RR CTGA_L_5116 INPA-H 31743 Gonatodes hasemani Igarapé do Jacinto, margem direita do rio Purus, AM CTGA_L_0371 Gonatodes hasemani Igarapé do Jacinto, margem direita do rio Purus, AM CTGA_L_0376 PARNA do Lago Jari, margem direita do rio Purus, margem Gonatodes hasemani CTGA_L_5087 INPA-H 27398 esquerda do Igarapé do Jacinto, AM PARNA do Lago Jari, margem direita do rio Purus, margem Gonatodes hasemani CTGA_L_5101 esquerda do Igarapé do Jacinto, AM Gonatodes humeralis rio Jatapú, margem esquerda, AM CTGA_L_0042 CZPB 30-41 Gonatodes humeralis rio Darahá, afluente da margem direita do rio Negro, AM CTGA_L_0176 INPA-H 34768 Gonatodes humeralis rio Ayuanã, afluente da margem esquerda do rio Negro, AM CTGA_L_0165 Gonatodes humeralis rio Darahá, afluente da margem direita do rio Negro, AM CTGA_L_0217 Gonatodes humeralis Igarapé do Jacinto, margem direita do rio Purus, AM CTGA_L_0390 INPA-H 34747 Gonatodes humeralis Igarapé do Jacinto, margem direita do rio Purus, AM CTGA_L_0346 INPA-H 34787 Gonatodes humeralis Rebio Abufari, margem esquerda do rio Purus, AM CTGA_L_0506 Gonatodes humeralis Flona Tapajós, margem direita do rio Tapajós, PA CTGA_L_0713 INPA-H 34774 Gonatodes humeralis Flona Saracá-Taquera, margem direita do rio Trombetas, PA CTGA_L_0897

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Gonatodes humeralis ReBio Trombetas, margem esquerda do rio Trombetas, PA CTGA_L_0908 Gonatodes humeralis Usina Hidroelétrica Santo Antônio do Jari, PA CTGA_L_5033 INPA-H 28958 Gonatodes humeralis Usina Hidroelétrica Santo Antônio do Jari, PA CTGA_L_5040 INPA-H 28963 Gonatodes humeralis Serra do Apiaú, RR CTGA_L_5123 Gonatodes humeralis Serra do Apiaú, RR CTGA_L_5130 Gonatodes humeralis Serra do Apiaú, RR CTGA_L_5135 Gonatodes humeralis baixo rio Branco, RR CTGA_L_5244 Gonatodes humeralis baixo rio Branco, RR CTGA_L_5246 Gonatodes humeralis baixo rio Branco, RR CTGA_L_5247 Gonatodes humeralis baixo rio Branco, RR CTGA_L_5248 Gonatodes humeralis baixo rio Branco, RR CTGA_L_5316 Gonatodes humeralis baixo rio Branco, RR CTGA_L_5323 Lepidoblepharis heyerorum rio Japurá, margem esquerda, AM CTGA_L_1145 Lepidoblepharis heyerorum rio Japurá, margem direita, AM CTGA_L_1195 Lepidoblepharis heyerorum rio Japurá, margem esquerda, AM CTGA_L_1096 Pseudogonatodes guianensis rio Jatapú, margem direita CTGA_L_0032 Pseudogonatodes guianensis rio Darahá, afluente da margem direita do rio Negro, AM CTGA_L_0157 INPA-H 34739 Pseudogonatodes guianensis rio Darahá, afluente da margem direita do rio Negro, AM CTGA_L_0173 INPA-H 34781 Pseudogonatodes guianensis rio Darahá, afluente da margem direita do rio Negro, AM CTGA_L_0185 Pseudogonatodes guianensis rio Darahá, afluente da margem direita do rio Negro, AM CTGA_L_0209 Pseudogonatodes guianensis rio Darahá, afluente da margem direita do rio Negro, AM CTGA_L_0206 INPA-H 34784 Pseudogonatodes guianensis rio Darahá, afluente da margem direita do rio Negro, AM CTGA_L_0213 Pseudogonatodes guianensis rio Darahá, afluente da margem direita do rio Negro, AM CTGA_L_0234 Pseudogonatodes guianensis rio Ayuanã, afluente da margem esquerda do rio Negro, AM CTGA_L_0235 INPA-H 34776 Pseudogonatodes guianensis rio Darahá, afluente da margem direita do rio Negro, AM CTGA_L_0242 Pseudogonatodes guianensis rio Darahá, afluente da margem direita do rio Negro, AM CTGA_L_0252

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Pseudogonatodes guianensis rio Ayuanã, afluente da margem esquerda do rio Negro, AM CTGA_L_0266 Pseudogonatodes guianensis rio Japurá, margem direita, AM CTGA_L_1019 Pseudogonatodes guianensis rio Japurá, margem esquerda, AM CTGA_L_1027 Pseudogonatodes guianensis rio Japurá, margem direita, AM CTGA_L_1172 Teiidae Localidade ID Número CTGA ID Número do Voucher Ameiva ameiva rio Ayuanã, afluente da margem esquerda do rio Negro, AM CTGA_L_0162 INPA-H 34794 Ameiva ameiva rio Darahá, afluente da margem direita do rio Negro, AM CTGA_L_0212 Ameiva ameiva Igarapé do Jacinto, margem direita do rio Purus, AM CTGA_L_0303 INPA-H 34792 Ameiva ameiva Rebio Abufari, margem esquerda do rio Purus, AM CTGA_L_0450 Ameiva ameiva Rebio Abufari, margem esquerda do rio Purus, AM CTGA_L_0498 PARNA do Lago Jari, margem direita do rio Purus, margem Ameiva ameiva CTGA_L_5078 INPA-H_27282 esquerda do Igarapé do Jacinto, AM PARNA do Lago Jari, margem direita do rio Purus, margem Ameiva ameiva CTGA_L_5091 esquerda do Igarapé do Jacinto, AM PARNA do Lago Jari, margem direita do rio Purus, margem Ameiva ameiva CTGA_L_5098 esquerda do Igarapé do Jacinto, AM Ameiva ameiva RDS Uacari, AM CTGA_L_5163 INPA-H 20505 Cnemidophorus l. lemniscatus Flona Tapajós, margem direita do rio Tapajós, PA CTGA_L_0758 Cnemidophorus l. lemniscatus Flona Tapajós, margem direita do rio Tapajós, PA CTGA_L_0759 Cnemidophorus l. lemniscatus Usina Hidroelétrica Santo Antônio do Jari, AP CTGA_L_5037 Crocodilurus amazonicus Igarapé do Jacinto, margem direita do rio Purus, AM CTGA_L_0306 INPA-H 34804 Crocodilurus amazonicus Igarapé do Jacinto, margem direita do rio Purus, AM CTGA_L_0308 Crocodilurus amazonicus Igarapé do Jacinto, margem direita do rio Purus, AM CTGA_L_0310 Crocodilurus amazonicus Rebio Abufari, margem esquerda do rio Purus, AM CTGA_L_0495 PARNA do Lago Jari, margem direita do rio Purus, margem Crocodilurus amazonicus CTGA_L_5068 INPA-H 27279 esquerda do Igarapé do Jacinto, AM PARNA do Lago Jari, margem direita do rio Purus, margem Crocodilurus amazonicus CTGA_L_5080 INPA-H 27280 esquerda do Igarapé do Jacinto, AM

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PARNA do Lago Jari, margem direita do rio Purus, margem Crocodilurus amazonicus CTGA_L_5085 INPA-H_27281 esquerda do Igarapé do Jacinto, AM Crocodilurus amazonicus rio Darahá, afluente da margem direita do rio Negro, AM CTGA_L_5250 Crocodilurus amazonicus rio Darahá, afluente da margem direita do rio Negro, AM CTGA_L_5252 Kentropyx altamazonica rio Darahá, afluente da margem direita do rio Negro, AM CTGA_L_0257 INPA-H 34813 Kentropyx altamazonica rio Ayuanã, afluente da margem esquerda do rio Negro, AM CTGA_L_0260 Kentropyx altamazonica rio Darahá, afluente da margem direita do rio Negro, AM CTGA_L_0267 Kentropyx calcarata rio Jatapú, margem esquerda CTGA_L_0003 Kentropyx calcarata rio Jatapú, margem esquerda CTGA_L_0048 Kentropyx calcarata rio Jatapú, margem direita CTGA_L_0050 Kentropyx calcarata rio Jatapú, margem direita CTGA_L_0061 Kentropyx calcarata rio Jatapú, margem direita CTGA_L_0073 Kentropyx calcarata rio Jatapú, margem esquerda CTGA_L_0089 Kentropyx calcarata rio Jatapú, margem esquerda CTGA_L_0090 Kentropyx calcarata rio Jatapú, margem direita CTGA_L_0114 Kentropyx calcarata rio Jatapú, margem esquerda CTGA_L_0126 Kentropyx calcarata rio Jatapú, margem direita CTGA_L_0137 Kentropyx calcarata Resex Tapajós-Arapiuns, margem esquerda do rio Tapajós, PA CTGA_L_0647 INPA-H 34831 Kentropyx calcarata Usina Hidroelétrica Santo Antônio do Jari, AP CTGA_L_5041 INPA-H 28908 Kentropyx calcarata baixo rio Branco, RR CTGA_L_5321 Kentropyx pelviceps rio Ayuanã, afluente da margem esquerda do rio Negro, AM CTGA_L_0231 INPA-H 34752 Kentropyx pelviceps Igarapé do Jacinto, margem direita do rio Purus, AM CTGA_L_0320 INPA-H 34824 Kentropyx pelviceps Rebio Abufari, margem esquerda do rio Purus, AM CTGA_L_0452 Kentropyx pelviceps Rebio Abufari, margem esquerda do rio Purus, AM CTGA_L_0497 Kentropyx pelviceps rio Japurá, margem direita CTGA_L_1025 Kentropyx pelviceps rio Japurá, margem esquerda, AM CTGA_L_1104 Tupinambis teguixin rio Jatapú, margem direita CTGA_L_0070 INPA-H 34800

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Tupinambis teguixin rio Jatapú, margem esquerda CTGA_L_0136 INPA-H 34796 Tupinambis teguixin rio Jatapú, margem direita CTGA_L_0140 CZPB 34-46 Tupinambis teguixin Igarapé do Jacinto, margem direita do rio Purus, AM CTGA_L_0386 Tupinambis teguixin Flona Saracá-Taquera, margem direita do rio Trombetas, PA CTGA_L_0904 Tupinambis teguixin Serra do Apiaú, RR CTGA_L_5136 Tupinambis teguixin Nova Olinda do Norte, AM CTGA_L_5265 Tupinambis teguixin Autazes, AM CTGA_L_5273 Tropiduridae Localidade ID Número CTGA ID Número do Voucher Plica plica rio Jatapú, margem esquerda CTGA_L_0146 CZPB 35-47 Plica plica rio Darahá, afluente da margem direita do rio Negro, AM CTGA_L_0175 Plica plica rio Darahá, afluente da margem direita do rio Negro, AM CTGA_L_0186 Plica plica rio Darahá, afluente da margem direita do rio Negro, AM CTGA_L_0216 Plica plica rio Darahá, afluente da margem direita do rio Negro, AM CTGA_L_0218 Plica plica rio Darahá, afluente da margem direita do rio Negro, AM CTGA_L_0219 Plica plica Igarapé do Jacinto, margem direita do rio Purus, AM CTGA_L_0363 Plica plica Rebio Abufari, margem esquerda do rio Purus, AM CTGA_L_0431 Plica plica Resex Tapajós-Arapiuns, margem esquerda do rio Tapajós, PA CTGA_L_0660 Plica plica Resex Tapajós-Arapiuns, margem esquerda do rio Tapajós, PA CTGA_L_0675 Plica plica Flona Tapajós, margem direita do rio Tapajós, PA CTGA_L_0643 Plica plica Flona Tapajós, margem direita do rio Tapajós, PA CTGA_L_0666 Plica plica Usina Hidroelétrica Santo Antônio do Jari, AP CTGA_L_5024 INPA_H_28864 Plica plica Usina Hidroelétrica Santo Antônio do Jari, PA CTGA_L_5059 INPA-H 28864 Plica plica Serra do Apiaú, RR CTGA_L_5110 INPA-H 31618 Plica plica Serra do Apiaú, RR CTGA_L_5111 Plica plica Serra do Apiaú, RR CTGA_L_5148 INPA-H 31620 Plica plica Floresta Nacional do Trairão, PA CTGA_L_5215 INPA-H 26231

164

Plica plica Nova Olinda do Norte, AM CTGA_L_5256 Plica plica Serra da Mocidade, RR CTGA_L_5374 Plica umbra umbra rio Jatapú, margem direita CTGA_L_0007 CZPB 31-43 Plica umbra umbra rio Jatapú, margem direita CTGA_L_0008 Plica umbra umbra rio Jatapú, margem direita CTGA_L_0012 Plica umbra umbra rio Jatapú, margem direita CTGA_L_0065 Plica umbra umbra rio Jatapú, margem direita CTGA_L_0067 Plica umbra umbra rio Jatapú, margem direita CTGA_L_0104 Plica umbra umbra rio Jatapú, margem esquerda CTGA_L_0128 Plica umbra umbra rio Jatapú, margem esquerda CTGA_L_0129 Plica umbra umbra Mineração Taboca, rio Pitinga, AM INPA_H_0060 Plica umbra umbra Mineração Taboca, rio Pitinga, AM INPA_H_0320 Plica umbra umbra Mineração Taboca, rio Pitinga, AM INPA_H_0321 Plica umbra umbra Parque Estadual do rio Negro, Setor Sul, rio Cuieiras INPA_H_0077 INPA_H_18520 Plica umbra umbra Parque Nacional do Viruá, RR INPA_H_0275 INPA_H_26296 Plica umbra umbra Parque Nacional do Viruá, RR INPA_H_0274 INPA_H_26297 Plica umbra umbra Parque Nacional do Viruá, RR INPA_H_0642 INPA_H_26301 Plica umbra umbra Refinaria Isaac Sabbá (Reman), rio Negro, Manaus, AM INPA_H_0335 Plica umbra umbra ReBio Trombetas, margem esquerda do rio Trombetas, PA CTGA_L_0771 Plica umbra umbra Flona Saracá-Taquera, margem direita do rio Trombetas, PA CTGA_L_0779 Plica umbra umbra ReBio Trombetas, margem esquerda do rio Trombetas, PA CTGA_L_0781 Plica umbra umbra ReBio Trombetas, margem esquerda do rio Trombetas, PA CTGA_L_0802 Plica umbra umbra ReBio Trombetas, margem esquerda do rio Trombetas, PA CTGA_L_0942 Plica umbra umbra ReBio Trombetas, margem esquerda do rio Trombetas, PA CTGA_L_0966 Plica umbra umbra Flona Saracá-Taquera, margem direita do rio Trombetas, PA CTGA_L_0956 Plica umbra umbra Flona Saracá-Taquera, margem direita do rio Trombetas, PA CTGA_L_0980

165

Plica umbra umbra Usina Hidrelétrica Santo Antônio do Jari, PA CTGA_L_5047 INPA_H_30071 Plica umbra umbra Usina Hidrelétrica Santo Antônio do Jari, AP CTGA_L_5058 INPA_H_30073 Plica umbra umbra baixo rio Branco, RR CTGA_L_5337 Plica umbra ochrocollaris Igarapé do Jacinto, margem direita do rio Purus, AM CTGA_L_0271 Plica umbra ochrocollaris Igarapé do Jacinto, margem direita do rio Purus, AM CTGA_L_0286 Plica umbra ochrocollaris Igarapé do Jacinto, margem direita do rio Purus, AM CTGA_L_0368 Plica umbra ochrocollaris Rebio Abufari, margem esquerda do rio Purus, AM CTGA_L_0420 Plica umbra ochrocollaris Rebio Abufari, margem esquerda do rio Purus, AM CTGA_L_0466 Plica umbra ochrocollaris Resex Tapajós-Arapiuns, margem esquerda do rio Tapajós, PA CTGA_L_0579 Plica umbra ochrocollaris Flona Tapajós, margem direita do rio Tapajós, PA CTGA_L_0712 Plica umbra ochrocollaris rio Japurá, margem direita, AM CTGA_L_1013 Plica umbra ochrocollaris rio Japurá, margem direita, AM CTGA_L_1105 Plica umbra ochrocollaris rio Japurá, margem direita, AM CTGA_L_1106 Plica umbra ochrocollaris rio Japurá, margem direita, AM CTGA_L_1147 Plica umbra ochrocollaris rio Japurá, margem direita, AM CTGA_L_1175 PARNA do Lago Jari, margem direita do rio Purus, margem Plica umbra ochrocollaris CTGA_L_5069 INPA-H 27291 esquerda do Igarapé do Jacinto, AM PARNA do Lago Jari, margem direita do rio Purus, margem Plica umbra ochrocollaris CTGA_L_5070 INPA-H 27292 esquerda do Igarapé do Jacinto, AM PARNA do Lago Jari, margem direita do rio Purus, margem Plica umbra ochrocollaris CTGA_L_5079 INPA-H 27293 esquerda do Igarapé do Jacinto, AM PARNA do Lago Jari, margem direita do rio Purus, margem Plica umbra ochrocollaris CTGA_L_5086 INPA-H 27294 esquerda do Igarapé do Jacinto, AM Plica umbra ochrocollaris Floresta Nacional do Trairão, PA CTGA_L_5205 INPA-H 26227 Plica umbra ochrocollaris Nova Olinda do Norte, AM CTGA_L_5264 hispidus Serra do Apiaú, RR CTGA_L_5131 Uranoscodon superciliosus rio Jatapú, margem direita CTGA_L_0069

166

Uranoscodon superciliosus rio Ayuanã, afluente da margem esquerda do rio Negro, AM CTGA_L_0259 Uranoscodon superciliosus rio Darahá, afluente da margem direita do rio Negro, AM CTGA_L_5249 Uranoscodon superciliosus Igarapé do Jacinto, margem direita do rio Purus, AM CTGA_L_0385 Uranoscodon superciliosus Rebio Abufari, margem esquerda do rio Purus, AM CTGA_L_0447 Uranoscodon superciliosus Rebio Abufari, margem esquerda do rio Purus, AM CTGA_L_0490 Uranoscodon superciliosus Flona Tapajós, margem direita do rio Tapajós, PA CTGA_L_0746 Uranoscodon superciliosus Flona Tapajós, margem direita do rio Tapajós, PA CTGA_L_0747 Uranoscodon superciliosus Flona Tapajós, margem direita do rio Tapajós, PA CTGA_L_0916 Uranoscodon superciliosus rio Japura, margem direita CTGA_L_1097 PARNA do Lago Jari, margem direita do rio Purus, margem Uranoscodon superciliosus CTGA_L_5088 INPA-H_27300 esquerda do Igarapé do Jacinto, AM PARNA do Lago Jari, margem direita do rio Purus, margem Uranoscodon superciliosus CTGA_L_5074 INPA-H 27299 esquerda do Igarapé do Jacinto, AM PARNA do Lago Jari, margem direita do rio Purus, margem Uranoscodon superciliosus CTGA_L_5092 esquerda do Igarapé do Jacinto, AM Uranoscodon superciliosus RDS Uacari, AM CTGA_L_5159 Uranoscodon superciliosus Floresta Nacional do Trairão, PA CTGA_L_5222 INPA-H 26226 Uranoscodon superciliosus baixo rio Branco, RR CTGA_L_5239 Uranoscodon superciliosus baixo rio Branco, RR CTGA_L_5240 Uranoscodon superciliosus baixo rio Branco, RR CTGA_L_5241 Uranoscodon superciliosus baixo rio Branco, RR CTGA_L_5242 Uranoscodon superciliosus Nova Olinda do Norte, AM CTGA_L_5300

167

Tabela 2. Espécies de lagartos registradas nas 22 áreas de coleta. D, E e D-E, indicam margem direita, margem esquerda e margens direita- esquerda, correspondentes às margens onde as espécies foram coletadas, respectivamente e X corresponde às localidades sem amostragem em margens opostas dos rios.

Nome das espécies por família A1 A2 A3 A4 A5 A6 A7 A8 A9 A10 A11 A12 A13 A14 A15 A16 A17 A18 A19 A20 A21 A22 Dactyloidae Anolis auratus Daudin, 1802 D

Anolis chrysolepis Duméril e Bibron, 1837 D, E D, E E

Anolis fuscoauratus D’Orbigny, 1837 D X X D, E D, E D

Anolis ortonii Cope, 1868 D D

Anolis planiceps Troschel 1848 D X D, E D, E X

Anolis punctatus Daudin, 1802 D, E D

Anolis tandai Avila-Pires, 1995 X D, E X D, E

Anolis trachyderma Cope, 1876 D, E X X

Anolis transversalis Duméril, 1851 D, E X

Anolissp X

Gekkonidae Hemidactylus palaichthus Kluge, 1969 X X

Hemidactylus mabouia (Moreau de Jonnès, X 1818) Gymnophthalmidae Alopoglossus angulatus (Linnaeus, 1758) D, E D E

Alopoglossus atriventris Duellman, 1973 X D, E X D, E

Arthrosaura kockii (Lidth de Jeude, 1904) E

Arthrosaura reticulata (O' Shaughnessy, 1881) D X E E X D D, E X

Bachia flavescens (Bonnaterre, 1789) D X

168

Bachia panoplia Thomas, 1965 D

Cercosaura argulus Peters, 1863 D D X

Cercosaura ocellata ocellata Wagler, 1830 X D X X X X D, E X

Iphisa elegans elegans Gray, 1851 X D, E D, E D D D

Leposoma guianense Ruibal, 1952 E D, E E

Leposoma parietale (Cope, 1885) D

Leposoma percarinatum (Müller, 1923) E X D, E X X X D

Leposoma osvaldoi Ávila-Pires, 1995 X D X X D D

Leposoma snethlageae Ávila-Pires, 1995 E X

Neusticurus bicarinatus (Linnaeus, 1758) D

Neusticurus ecpleopus Cope, 1876 D, E

Ptychoglossus brevifrontalis Boulenger, 1912 D, E D, E D D D X

Tretioscincus agilis (Ruthven, 1916) D

Tretioscincus oriximinensis Ávila-Pires, 1995 D E

Hoplocercidae Enyalioides laticeps (Guichenot, 1855) D, E

Iguanidae Iguana iguana iguana (Linnaeus, 1758) X X E E

Mabuyidae Mittleman, 1952 Copeoglossum nigropunctatum (Spix, 1825) X D, E X D D X X X D, E D, E D, E X D, E

Varzea bistriata (Spix, 1825) D X

Phyllodactylidae Thecadactylus rapicauda (Houttuyn, 1782) X X X E

Sphaerodactylidae Chatogekko amazonicus (Anderson, 1918) D, E X X D D, E D, E X D

Coleodactylus septentrionalis (Vanzolini, X 1980)

169

Gonatodes hasemani Griffin, 1917 X D

Gonatodes humeralis (Guichenot, 1855) D, E E D, E X X E D, E D D

Lepidoblepharis heyerorum Vanzolini, 1978 D, E

Pseudogonatodes guianensis (Parker, 1935) E D, E D

Teiidae Ameiva ameiva(Linnaeus, 1758) X D, E X D, E

Cnemidophorus lemniscatus lemniscatus D E (Linnaeus, 1758) Crocodilurus amazonicus Spix, 1825 X D, E D

Kentropyx altamazonica (Cope, 1876) D, E

Kentropyx calcarata Spix, 1825 X D, E E E

Kentropyx pelviceps Cope, 1868 D, E D E

Tupinambis teguixin (Linnaeus, 1758) D X X X D, E D

Tropiduridae Plica plica (Linnaeus, 1758) D, E D X X X E D, E X D, E

Plica umbra umbra (Linnaeus, 1758) X X X X X D, E D, E D, E

Plica umbra ochrocollaris (Spix, 1825) X D, E X D, E X D, E X

Tropidurus hispidus (Spix, 1825) X

Uranoscodon superciliosus (Linnaeus, 1758) X D, E X D D, E X X D D X

Número de espécies 11 27 1 5 8 15 14 1 2 1 11 9 1 1 1 11 5 22 14 18 12 14 As áreas foram indicadas de A1 a A22. A1 corresponde ao Parque Nacional Nascente do Lago Jari, margem direita do rio Purus, margem esquerda do Igarapé do Jacinto, Amazonas; A2 Reserva Biológica do Abufari (Rebio Abufari), Amazonas, margem esquerda rio Purus e Igarapé do Jacinto, margem direita do rio Purus, Amazonas, Amazonas; A3 Reserva de Desenvolvimento Sustentável Piagaçu-Purus (RDS Piagaçu- Purus) rio Purus, Amazonas; A4 Reserva de Desenvolvimento Sustentável Uacari (RDS Uacari) rio Juruá, Amazonas; A5 Japurá, Amazonas (margens direita e esquerda do rio); A6 Santa Isabel do rio Negro, Amazonas (rio Darahá, afluente da margem direita do rio Negro e rio Ayuanã,

170

afluente da margem direita), Amazonas; A7 Parque Nacional Serra da Mocidade, afluente da margem direita do rio Branco, Roraima; A8 Estação Ecológica de Niquiá, Roraima; A9 Parque Nacional do Viruá, margem esquerda do rio Branco, Roraima; A10 Serra do Apiaú, Roraima; A11 baixo rio Branco, Roraima; A12 Mineração Taboca, rio Pitinga, município de Presidente Figueiredo, Amazonas; A13 Parque Estadual do rio Negro, Setor Sul, rio Cuieiras, Amazonas; A14 Refinaria Isaac Sabbá (Reman), rio Negro, Manaus, Amazonas; A15 Nova Olinda do Norte, rio Madeira, Amazonas; A16 Autazes, rio Madeira, Amazonas; A17 Município de Silves, rio Urubu, Amazonas; A18 rio Jatapú, Amazonas (São José do Jabote, margem esquerda do rio Jatapú e São João do Lago da Velha, margem direita do rio), Amazonas; A19 Floresta Nacional Saracá-Taquera (Flona Saracá-Taquera), margem direita do rio Trombetas e Reserva Biológica Trombetas (ReBio Trombetas), Pará, margem esquerda do rio Trombetas, Pará; A20 Floresta Nacional do Tapajós (Flona Tapajós), margem direita rio Tapajós e Reserva Extrativista Tapajós-Arapiuns (Resex Tapajós-Arapiuns), margem esquerda rio Tapajós, Pará; A21 Floresta Nacional do Trairão (Flona Trairão), Pará; A22 Usina Hidroelétrica Santo Antônio do Jari (UHE Jari), rio Jari, margem direita (estado do Pará) e margem esquerda (estado do Amapá).

171

Tabela 3. Nome e referências das seqüencias dos primers usados na amplificação e sequenciamento no presente estudo.

Gene Primer Primer sequence 5’ - 3’ Referências LepF1_t1 TGTAAAACGACGGCCAGTATTCAACCAATCATAAAGATATTGG VF1_t1 TGTAAAACGACGGCCAGTTCTCAACCAACCACAAAGACATTGG VF1d_t1 TGTAAAACGACGGCCAGTTCTCAACCAACCACAARGAYATYGG VF1i_t1 TGTAAAACGACGGCCAGTTCTCAACCAACCAIAAIGAIATIGG CO1 (C_VF1LFt1 – C_VR1LRt1) Ivanova et al., 2007 LepR1_t1 CAGGAAACAGCTATGACTAAACTTCTGGATGTCCAAAAAATCA VR1d_t1 CAGGAAACAGCTATGACTAGACTTCTGGGTGGCCRAARAAYCA VR1_t1 CAGGAAACAGCTATGACTAGACTTCTGGGTGGCCAAAGAATCA VR1i_t1 CAGGAAACAGCTATGACTAGACTTCTGGGTGICCIAAIAAICA M13F (-21) TGTAAAACGACGGCCAGT CO1 Messing, 1983 M13R (-27) CAGGAAACAGCTATGAC

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Tabela 4. Porcentagem média da distância intraespecífica (K2P) para todos os táxons de lagartos representados por mais de um espécime.

Número de % média da Família Espécies espécimens distância analisados intraespecífica Dactyloidae Anolis auratus Daudin, 1802 5 1% Dactyloidae Anolis chrysolepis Duméril e Bibron, 1837 10 2% Dactyloidae Anolis fuscoauratus D’Orbigny, 1837 12 5% Dactyloidae Anolis ortonii Cope, 1868 2 10% Dactyloidae Anolis planiceps Troschel 1848 13 14% Dactyloidae Anolis punctatus Daudin, 1802 4 6% Dactyloidae Anolis tandai Avila-Pires, 1995 11 6% Dactyloidae Anolis trachyderma Cope, 1876 4 0% Dactyloidae Anolis transversalis Duméril, 1851 5 2% Dactyloidae Anolis sp 12 0% Gekkonidae Hemidactylus palaichthus Kluge, 1969 5 5% Gekkonidae Hemidactylus mabouia (Moreau de Jonnès, 1818) 1 N/A Gymnophthalmidae Alopoglossus angulatus (Linnaeus, 1758) 6 3% Gymnophthalmidae Alopoglossus atriventris Duellman, 1973 15 4% Gymnophthalmidae Arthrosaura kockii (Lidth de Jeude, 1904) 2 8% Gymnophthalmidae Arthrosaura reticulata (O' Shaughnessy, 1881) 19 7% Gymnophthalmidae Bachia flavescens (Bonnaterre, 1789) 4 1% Gymnophthalmidae Bachia panoplia Thomas, 1965 5 0% Gymnophthalmidae Cercosaura argulus Peters, 1863 5 6% Gymnophthalmidae Cercosaura ocellata ocellata Wagler, 1830 28 11% Gymnophthalmidae Iphisa elegans elegans Gray, 1851 18 11% Gymnophthalmidae Leposoma guianense Ruibal, 1952 16 6% Gymnophthalmidae Leposoma parietale (Cope, 1885) 2 2% Gymnophthalmidae Leposoma percarinatum (Müller, 1923) 19 3% Gymnophthalmidae Leposoma osvaldoi Ávila-Pires, 1995 18 10% Gymnophthalmidae Leposoma snethlageae Ávila-Pires, 1995 4 3% Gymnophthalmidae Neusticurus bicarinatus (Linnaeus, 1758) 1 N/A Gymnophthalmidae Neusticurus ecpleopus Cope, 1876 2 0% Gymnophthalmidae Ptychoglossus brevifrontalis Boulenger, 1912 15 9% Gymnophthalmidae Tretioscincus agilis (Ruthven, 1916) 3 6% Gymnophthalmidae Tretioscincus oriximinensis Ávila-Pires, 1995 3 0% Hoplocercidae Enyalioides laticeps (Guichenot, 1855) 2 1% Iguanidae Iguana iguana iguana (Linnaeus, 1758) 8 1% Mabuyidae Copeoglossum nigropunctatum (Spix, 1825) 38 10% Mabuyidae Varzea bistriata (Spix, 1825) 4 0% Phyllodactylidae Thecadactylus rapicauda (Houttuyn, 1782) 7 7% Sphaerodactylidae Chatogekko amazonicus (Anderson, 1918) 21 12% 173

Sphaerodactylidae Coleodactylus septentrionalis (Vanzolini, 1980) 6 0% Sphaerodactylidae Gonatodes hasemani Griffin, 1917 5 0% Sphaerodactylidae Gonatodes humeralis (Guichenot, 1855) 21 4% Sphaerodactylidae Lepidoblepharis heyerorum Vanzolini, 1978 3 1% Sphaerodactylidae Pseudogonatodes guianensis (Parker, 1935) 15 11% Teiidae Ameiva ameiva (Linnaeus, 1758) 10 1% Teiidae Cnemidophorus l. lemniscatus (Linnaeus, 1758) 3 0% Teiidae Crocodilurus amazonicus Spix, 1825 9 2% Teiidae Kentropyx altamazonica (Cope, 1876) 3 5% Teiidae Kentropyx calcarata Spix, 1825 13 3% Teiidae Kentropyx pelviceps Cope, 1868 6 3% Teiidae Tupinambis teguixin (Linnaeus, 1758) 8 1% Tropiduridae Plica plica (Linnaeus, 1758) 20 6% Tropiduridae Plica umbra umbra (Linnaeus, 1758) 35 2% Tropiduridae Plica umbra ochrocollaris (Spix, 1825) 24 9% Tropiduridae Tropidurus hispidus (Spix, 1825) 1 N/A Tropiduridae Uranoscodon superciliosus (Linnaeus, 1758) 21 8%

Tabela 5. Porcentagem média da distância interespecífica (K2P) entre os genêros de lagartos amazônicos representados por mais que uma espécie

Família Genêros Número de genêros analisados % média da distância interespecífica Dactyloidae Anolis 10 16% Gekkonidae Hemidactylus 2 13% Gymnophthalmidae Alopoglossus 2 10% Gymnophthalmidae Arthrosaura 2 12% Gymnophthalmidae Bachia 2 14% Gymnophthalmidae Cercosaura 2 10% Gymnophthalmidae Iphisa 1 N/A Gymnophthalmidae Leposoma 5 17% Gymnophthalmidae Neusticurus 2 12% Gymnophthalmidae Ptychoglossus 1 N/A Gymnophthalmidae Tretioscincus 2 15% Hoplocercidae Enyalioides 1 N/A Iguanidae Iguana 1 N/A Mabuyidae Copeoglossum 1 N/A Mabuyidae Varzea 1 N/A Phyllodactylidae Thecadactylus 1 N/A Sphaerodactylidae Chatogekko 1 N/A Sphaerodactylidae Coleodactylus 1 N/A Sphaerodactylidae Gonatodes 2 7% Sphaerodactylidae Lepidoblepharis 1 N/A

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Sphaerodactylidae Pseudogonatodes 1 N/A Teiidae Ameiva 1 N/A Teiidae Cnemidophorus 1 N/A Teiidae Crocodilurus 1 N/A Teiidae Kentropyx 3 7% Teiidae Tupinambis 1 N/A Tropiduridae Plica 3 14% Tropiduridae Tropidurus 1 N/A Tropiduridae Uranoscodon 1 N/A

Tabela 6. Número das linhagens biológicas encontradas para cada espécie de lagartos amazônicos

Família Espécies Número de linhagens Dactyloidae Anolis auratus Daudin, 1802 2 Dactyloidae Anolis chrysolepis Duméril e Bibron, 1837 3 Dactyloidae Anolis fuscoauratus D’Orbigny, 1837 6 Dactyloidae Anolis ortonii Cope, 1868 2 Dactyloidae Anolis planiceps Troschel 1848 5 Dactyloidae Anolis punctatus Daudin, 1802 2 Dactyloidae Anolis tandai Avila-Pires, 1995 4 Dactyloidae Anolis trachyderma Cope, 1876 1 Dactyloidae Anolis transversalis Duméril, 1851 3 Dactyloidae Anolis sp 1 TOTAL 10 29 Gekkonidae Hemidactylus palaichthus Kluge, 1969 2 Gekkonidae Hemidactylus mabouia (Moreau de Jonnès, 1818) 1 TOTAL 2 3 Gymnophthalmidae Alopoglossus angulatus (Linnaeus, 1758) 4 Gymnophthalmidae Alopoglossus atriventris Duellman, 1973 4 Gymnophthalmidae Arthrosaura kockii (Lidth de Jeude, 1904) 2 Gymnophthalmidae Arthrosaura reticulata (O' Shaughnessy, 1881) 8 Gymnophthalmidae Bachia flavescens (Bonnaterre, 1789) 2 Gymnophthalmidae Bachia panoplia Thomas, 1965 1 Gymnophthalmidae Cercosaura argulus Peters, 1863 4 Gymnophthalmidae Cercosaura ocellata ocellata Wagler, 1830 8 Gymnophthalmidae Iphisa elegans elegans Gray, 1851 8 Gymnophthalmidae Leposoma guianense Ruibal, 1952 7 Gymnophthalmidae Leposoma parietale (Cope, 1885) 1 Gymnophthalmidae Leposoma percarinatum (Müller, 1923) 3 Gymnophthalmidae Leposoma osvaldoi Ávila-Pires, 1995 5 Gymnophthalmidae Leposoma snethlageae Ávila-Pires, 1995 3

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Gymnophthalmidae Neusticurus bicarinatus (Linnaeus, 1758) 1 Gymnophthalmidae Neusticurus ecpleopus Cope, 1876 1 Gymnophthalmidae Ptychoglossus brevifrontalis Boulenger, 1912 5 Gymnophthalmidae Tretioscincus agilis (Ruthven, 1916) 1 Gymnophthalmidae Tretioscincus oriximinensis Ávila-Pires, 1995 1 TOTAL 19 69 Hoplocercidae Enyalioides laticeps (Guichenot, 1855) * 1 TOTAL 1 1 Iguanidae Iguana iguana iguana (Linnaeus, 1758) 2 TOTAL 1 2 Mabuyidae Copeoglossum nigropunctatum (Spix, 1825) 9 Mabuyidae Varzea bistriata (Spix, 1825) 1 TOTAL 2 10 Phyllodactylidae Thecadactylus rapicauda (Houttuyn, 1782) 4 TOTAL 1 4 Sphaerodactylidae Chatogekko amazonicus (Anderson, 1918) 7 Sphaerodactylidae Coleodactylus septentrionalis (Vanzolini, 1980) 2 Sphaerodactylidae Gonatodes hasemani Griffin, 1917 1 Sphaerodactylidae Gonatodes humeralis (Guichenot, 1855) 1 Sphaerodactylidae Lepidoblepharis heyerorum Vanzolini, 1978 1 Sphaerodactylidae Pseudogonatodes guianensis (Parker, 1935) 4 TOTAL 6 16 Teiidae Ameiva ameiva(Linnaeus, 1758) 1 Teiidae Cnemidophorus l. lemniscatus (Linnaeus, 1758) 1 Teiidae Crocodilurus amazonicus Spix, 1825 3 Teiidae Kentropyx altamazonica (Cope, 1876) 1 Teiidae Kentropyx calcarata Spix, 1825 3 Teiidae Kentropyx pelviceps Cope, 1868 1 Teiidae Tupinambis teguixin (Linnaeus, 1758) 2 TOTAL 7 12 Tropiduridae Plica plica (Linnaeus, 1758) 4 Tropiduridae Plica umbra umbra (Linnaeus, 1758) 1 Tropiduridae Plica umbra ochrocollaris (Spix, 1825) 6 Tropiduridae Tropidurus hispidus (Spix, 1825) 1 Tropiduridae Uranoscodon superciliosus (Linnaeus, 1758) 4 TOTAL 5 16

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Anexo B

Figura 1. Mapa das áreas de amostragem dos lagartos coletados no estudo

As áreas foram indicadas de A1 a A22. A1 corresponde ao Parque Nacional Nascente do Lago Jari, margem direita do rio Purus e margem esquerda do Igarapé do Jacinto, Amazonas; A2 corresponde a área Igarapé do Jacinto, nas proximidades do Parque Nacional Nascente do Lago Jari (Parna Jari) e Reserva Biológica do Abufari (Rebio Abufari), Amazonas, sendo que 2.1 corresponde à margem esquerda do rio Purus no Igarapé do Jacinto e 2.2 corresponde a margem direita do rio Purus, Rebio Abufari; A3 Reserva de Desenvolvimento Sustentável Piagaçu-Purus (RDS Piagaçu-Purus), rio Purus, Amazonas; A4 Reserva de Desenvolvimento Sustentável Uacari (RDS Uacari), rio Juruá, Amazonas; A5 corresponde a área do rio Japurá, Amazonas, sendo A5.1, a margem dirieta do rio e A5.2, a margem esquerda do rio, respectivamente; A6 corresponde a área de Santa Isabel do rio Negro, Amazonas, sendo A6.1 a área do rio Darahá, afluente da margem direita do rio Negro e A6.2 a área do rio Ayuanã, afluente da margem esquerda do rio Negro; A7 Parque Nacional Serra da Mocidade, afluente da margem direita do rio Branco, Roraima; A8 Estação Ecológica de Niquiá, Roraima; A9 Parque Nacional do Viruá, margem esquerda do rio Branco, Roraima; A10 Serra do 177

Apiaú, Roraima; A11 baixo rio Branco, Roraima; A12 Mineração Taboca, rio Pitinga, município de Presidente Figueiredo, Amazonas; A13 Parque Estadual do rio Negro, Setor Sul, rio Cuieiras, Amazonas; A14 Refinaria Isaac Sabbá (Reman), rio Negro, Manaus, Amazonas; A15 Nova Olinda do Norte, rio Madeira, Amazonas; A16 Autazes, rio Madeira, Amazonas; A17 Município de Silves, rio Urubu, Amazonas; A18 corresponde a área do rio Jatapú, Amazonas, sendo que A18.1 corresponde à comunidade de São José do Jabote, margem esquerda do rio Jatapú e A18.2 comunidade São João do Lago da Velha, margem direita do rio Jatapú; A19 corresponde à Reserva Biológica Trombetas (ReBio Trombetas) e Floresta Nacional Saracá-Taquera (Flona Saracá-Taquera), sendo que A19.1 corresponde à margem esquerda do rio Trombetas (ReBio Trombetas) e A19.2 à margem direita do rio Trombetas (Flona Saracá-Taquera); A20 são as áreas Reserva Extrativista Tapajós-Arapiuns (Resex Tapajós-Arapiuns) e Floresta Nacional do Tapajós (Flona Tapajós), Pará, sendo que A20.1 corresponde à margem esquerda do rio Tapajós (Resex Tapajós-Arapiuns) e A20.2 à margem direita rio Tapajós (Flona Tapajós); A21 Floresta Nacional do Trairão (Flona Trairão), Pará; A22 corresponde à Usina Hidroelétrica Santo Antônio do Jari (UHE Jari), rio Jari, sendo A22.1 margem direita da UHE Jari, Amapá e A22.2 margem esquerda da UHE Jari, Pará.

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Figura 2. Árvore de máxima verossimilhança a partir das sequências de CO1 mostrando os clados das espécies de lagartos analisadas no estudo.

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CAPÍTULO V

Diversidade críptica em lagartos do gênero Plica: diversidade filogenética e biogeografia da Amazônia

Este manuscrito foi submetido à revista Journal of Zoological Systematics and Evolutionary Research e segue as normas de formatação dessa revista.

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Diversidade críptica em lagartos do gênero Plica: diversidade filogenética e biogeografia da Amazônia

Deyla Paula de Oliveira 1, Vinícius Tadeu de Carvalho 1, Marcelo Gordo 2 e Tomas Hrbek 1*

1 Laboratório de Evolução e Genética Animal (LEGAL), Departamento de Biologia, Universidade Federal do Amazonas (UFAM), Av. Rodrigo Octávio Jordão Ramos, 3000, 69077-000, Manaus-AM, Brazil; 2 Departamento de Biologia, ICB, Universidade Federal do Amazonas, Av. Gen. Rodrigo Octávio Jordão Ramos, 3000, CEP 69077-000, Manaus, AM, Brazil

Autor correspondente: Tomas Hrbek (tomas@ evoamazon.net) Autores contribuintes: Deyla Paula de Oliveira ([email protected]), Vinícius Tadeu de Carvalho ([email protected]), Marcelo Gordo ([email protected])

Resumo: Foi analisado a diversidade genética intra e interespecífica das espécies de lagartos Plica plica (9 localidades) e de duas subespécies de Plica umbra (19 localidades) da Amazônia brasileira, utilizando dois genes mitocondriais (16S rRNA e CO1) e um gene nuclear (receptor de prolactina - PRLR). Foi gerado uma hipótese filogenética de máxima verossimilhança e bayesiana das relações filogenéticas e usado métodos de delimitação de linhagens para inferir o número mais provável de linhagens dentro de cada espécie. Os métodos delimitaram cinco linhagens distintas em Plica plica com pPTP e quatro com ABGD. Para Plica umbra, os métodos delimitaram seis linhagens distintas com pPTP e ABGD. As subespécies nominais de Plica umbra são compostas de uma linhagem em Plica umbra umbra e de cinco linhagens em Plica umbra ochrocollaris. Na maioria dos casos, as linhagens estavam restritas ao interflúvio dos grandes rios amazônicos, com diferentes linhagens ocupando diferentes áreas de endemismo. As relações filogenéticas das linhagens são em grande parte concordantes com a formação hipotética das áreas de endemismo da Amazônia brasileira. A estruturação geográfica dos clados e a delimitação destes clados como linhagens distintas sugere a possibilidade de que essas linhagens representam espécies candidatas. Se a diversidade observada de linhagens dentro do gênero Plica é característica de répteis Squamata da região amazônica, a diversidade de Squamata está sendo imensamente subestimada.

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Palavras-chave: Espécies candidatas, áreas de endemismo, delimitação de espécies.

Introdução

O gênero Plica Gray, 1831 é um dos membros típicos da família Tropiduridae Bell in Darwin, 1843 endêmica da América do Sul (Murphy & Jowers 2013). Atualmente oito espécies são reconhecidas: Plica caribeana Murphy & Jowers, 2013; Plica kathleenae Murphy & Jowers, 2013; Plica medemi Murphy & Jowers, 2013; Plica rayi Murphy & Jowers, 2013; Plica lumaria Donnelly & Myers, 1991; Plica pansticta (Myers e Donnelly 2001); Plica plica (Linnaeus, 1758) e Plica umbra (Linnaeus, 1758). O calango-da-árvore Plica plica é diurno, arborícola, insetívoro, encontrado principalmente em troncos grandes (+ 50 cm DAP) e lisos dentro da floresta primária e de terra firme (Ávila-Pires 1995). Embora os indivíduos talvez em algumas ocasiões sejam encontrados em florestas secundárias e antropizadas, a espécie geralmente não é associada a áreas pertubadas (Ávila-Pires 1995, Vitt et al. 2008). O comprimento rostro- cloacal (CRC) em machos foi reportado em 177 mm, mas eles atingem a maturidade sexual aos 83 mm (Vitt 1991). As fêmeas atingem CRC máximo de 151 milímetros, e são sexualmente maduras aos 88 mm (Vitt 1991). A espécie é diagnosticável por um corpo achatado dorso-ventralmente, presença de tufos espinhosos nos lados do pescoço, uma crista dorsal distinta e uma cor verde malhado sobreposto por um padrão de indistintas bandas transversais escuras (Ávila-Pires 1995, Vitt et al. 2008). Uma recente revisão taxonômica de Plica plica, resultou na descrição de quatro novas espécies da Colômbia, Venezuela, Guiana e Trinidad (Murphy & Jowers 2013). No mesmo estudo, os autores apontam que espécies não descritas e ainda adicionadas dentro do complexo Plica plica pode ocorrer no Peru, Equador e Brasil. A espécie congênere e simpátrica, o calango-corredor Plica umbra são lagartos diurnos, arborícolas e insetívoros. A espécie ocorre principalmente em troncos de árvores de médio porte (20-40 cm DAP) de terra-firme, várzea, floresta primária, floresta inundada (igapó), e na floresta secundária (Ávila-Pires 1995 ). Duas subespécies são reconhecidas dentro de P. umbra (Etheridge 1970), sendo elas Plica umbra umbra (Spix, 1825), amplamente distribuída em toda a bacia Amazônica, e Plica umbra ochrocollaris, que é restrito a borda sul da bacia Amazônica (Ávila-Pires 1995). As subespécies são diagnosticáveis por diferenças nas proporções do corpo, número de escama vertebral, paravertebral e ventrais e coloração (Ávila-Pires, 1995). O CRC

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máximo de Plica u. ochrocollaris é de 93 mm em machos e 90 mm em fêmeas, respectivamente (Etheridge 1970), e de Plica u. umbra é de 100 mm em machos e 94 mm em fêmeas, respectivamente (Etheridge 1970). Não há dimorfismo evidente, embora os machos tendem a ter uma cabeça maior do que as fêmeas (Ávila-Pires 1995). Embora as espécies Plica sejam amplamente distribuídas na bacia amazônica, não parece ser comum e não são facilmente coletadas em grandes números, e, portanto, estudos ecológicos das espécies são escassos (Magnusson & Lima 1987, Vitt 1991, Vitt et al. 1997). Identificar o que conservar é um dos principais desafios da conservação da biodiversidade nos trópicos (Oliver et al. 2009). Enquanto os esforços de conservação geralmente girem em torno das espécies, outras unidades evolutivas são frequentemente avaliados quanto às suas prioridades de conservação pela IUCN. A identificação destas unidades geralmente ocorre através do uso de ferramentas moleculares, que são muitas vezes aplicadas em situações em que a delimitação morfológica não é viável (Jackson et al. 2014), se houver suspeita de taxa morfologicamente enigmático e que contenham diversidade críptica (Paz & Crawford 2012), ou nos casos em que são desejados inventários rápidos da biodiversidade (Smith et al. 2005, Valentini et al. 2009, Douglas et al. 2010, Gamble et al. 2012). Abordagens baseadas em linhagens filogenéticas para avaliar a diversidade, aumentou em importância com o aumento da disponibilidade de filogenias e do grande esforço de pesquisas em biodiversidade molecular, tais como a iniciativa do Código de Barras da Vida. Concomitante, estudos independentes além dos estudos que fazem uso do DNA barcode, têm apontado que existe uma lacuna evidente no conhecimento taxonômico para muitos grupos neotropicais, como anuros (Fouquet et al 2007, 2014, Gehara et al 2014), lagartos (Glor et al 2001, Geurgas & Rodrigues 2010, Gamble et al 2012), morcegos (Clare et al 2007, 2011) e aves (Fernandes et al 2013, 2014). Apesar destes estudos recentes, o conhecimento da biodiversidade Neotropical, especialmente da biodiversidade Amazônica continua a ser limitado. Adicionalmente, muitos dos estudos não exploram se os padrões observados na biodiversidade são concordantes com os atuais modelos de diferenciação da fauna da bacia Amazônica, por exemplo, áreas de endemismo (Haffer 1974, Cracraft 1985, Silva et al. 2005, Borges & Silva 2012, Ribas et al. 2012) e hipótese dos rios como barreiras (Wallace 1852, Gascon et al., 2000).

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Neste artigo tentou-se preencher essa lacuna, com a análise das espécies de lagartos tropidurídeos Plica plica e Plica umbra de 21 localidades dentro da bacia amazônica com dois genes mitocondriais (16S rRNA e CO1) e um gene nuclear (receptor de prolactina - PRLR). Com os dados foi possível testar se: 1) hipóteses filogenéticas são concordantes nos dois taxa, 2) as diferentes linhagens ocorrem em diferentes áreas de endemismo, e 3) rios isolam linhagens mesmo dentro da mesma área de endemismo.

Material e métodos

Amostragem de campo

As amostras foram obtidas por meio de três métodos complementares de coletas: procura visual diurna e noturna, armadilhas de interceptação e queda com cerca-guia (pitfalls traps) (Cechin e Martins, 2000; Ribeiro-Junior et al., 2008), além de coletas ocasionais (Sawaya et al., 2008). A procura visual diurna e noturna consistiu no deslocamento a pé, em velocidade lenta, ao longo das trilhas que compunham cada grade, à procura dos espécimes. As armadilhas de interceptação e queda com cerca guia consistiu em um set de quatro recipientes de 100 L enterrados no solo (69 cm de profundidade), instalados equidistantemente entre si e dispostos em forma de Y. Pitfalls foram interligados por uma cerca guia de plástico com 80 centímetros de altura, que permitia guiar os espécimes para dentro das armadilhas. Adicionalmente os espécimens foram capturados durante buscas visuais diurnas direcionadas a outros grupos taxonômicos. No total, foram amostrados 20 indivíduos de Plica plica de nove localidades e 60 espécimes de duas subespécies de Plica umbra de 19 localidades (Tabela 1, Anexo A). O tamanho amostral por localidade variou 1-8 amostras (Tabela 1, Anexo A). As 21 localidades no total estavam distribuídas em seis a cinco das nove áreas de endemismo da Amazônia sensu (Borges & Silva 2012) (Fig. 1, Tabela 2, Anexo B). Cinco das localidades amostradas no âmbito do programa CNPq-SISBIOTA foram pareadas, sendo localizadas em margens opostas de alguns dos grandes rios amazônicos. Estes rios separam áreas de endemismo (Localidade 19), ou são encontrados dentro de uma mesma área de endemismo (localidades 3, 17 e 18) (Fig. 1, Tabela 2). A localidade 5 correspondente ao rio Japurá encontra-se entre as áreas de endemismo Napo e Imeri

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sensu (Silva et al. 2005, Lynch Alfaro et al. 2015), mas conforme (Cracraft 1985, Borges & Silva 2012; Ribas et al. 2012) ambas as margens do rio Japurá estão dentro da área de endemismo Napo. Na localidade de amostragem 6 correspondente ao alto rio Negro também foram amostradas duas margens opostas, no entanto, no presente estudo, Plica plica e Plica umbra correspondem apenas a uma das margens dessa localidade. Seguindo Borges & Silva (2012), essa localidade pode ser considerada como parte da área biogeográfica Imeri. Fotografias de exemplares de Plica plica e Plica umbra de alguma das localidades são mostradas nas Figuras 2 e 3. Todas as amostras de tecidos foram depositados na Coleção de tecidos da Universidade Federal do Amazonas, (CTGA/UFAM), administrada pelo Laboratório de Evolução e Genética Animal (LEGAL) (CGEN, resolução No 75 de 26/08/04) e na Coleção de Recursos Genéticos do Instituto Nacional de Pesquisas da Amazônia (INPA). Vouchers estão depositados na Coleção de Anfíbios e Répteis do Instituto Nacional de Pesquisas da Amazônia (INPA-H) e na Coleção de Zoologia Paulo Bürhnheim da UFAM (CZPB/UFAM), Manaus, Amazonas, Brasil. A tabela 1 (Anexo 1) resume as informações de localidades, amostras de tecido e números de vouchers.

Figura 1. Amostragem de Plica plica e Plica umbra ao longo da bacia Amazônica. As

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localidades são apresentados como pontos de referência de 1 a 21. As áreas foram indicadas de A1 a A21. A1 Floresta Estadual Canutama, rio Paisse, margem esquerda, afluente do rio Purus; A2 corresponde ao Parque Nacional Nascente do Lago Jari, margem direita do rio Purus e margem esquerda do Igarapé do Jacinto, Amazonas; A3 corresponde a área Igarapé do Jacinto, nas proximidades do Parque Nacional Nascente do Lago Jari (Parna Jari) e Reserva Biológica do Abufari (Rebio Abufari), Amazonas, sendo que A3.1 corresponde à margem esquerda do rio Purus no Igarapé do Jacinto e A3.2 corresponde a margem direita do rio Purus, Rebio Abufari; A4 Reserva de Desenvolvimento Sustentável Piagaçu-Purus (RDS Piagaçu-Purus), rio Purus, Amazonas; A4 rodovia BR319; A5 corresponde a área do rio Japurá, Amazonas, sendo A5.1, a margem dirieta do rio e A5.2, a margem esquerda do rio, respectivamente; A6 corresponde a área de Santa Isabel do rio Negro, rio Darahá, afluente da margem direita do rio Negro, Amazonas; A7 Parque Nacional Serra da Mocidade, afluente da margem direita do rio Branco, Roraima; A8 Parque Nacional do Viruá, margem esquerda do rio Branco, Roraima; A9 Serra do Apiaú, Roraima; A10 baixo rio Branco; A11 Mineração Taboca, rio Pitinga, município de Presidente Figueiredo, Amazonas; Roraima; A12 Parque Estadual do rio Negro, Setor Sul, rio Cuieiras, Amazonas; A13 Ponte do rio Negro, Manaus, Amazonas; A14 Refinaria Isaac Sabbá (Reman), rio Negro, Manaus, Amazonas; A15 Olinda do Norte, rio Madeira, Amazonas; A16 Município de Silves, rio Urubu, Amazonas; A17 corresponde a área do rio Jatapú, Amazonas, sendo que A17.1 corresponde à comunidade de São José do Jabote, margem esquerda do rio Jatapú e A17.2 comunidade São João do Lago da Velha, margem direita do rio Jatapú; A18 corresponde à Reserva Biológica Trombetas (ReBio Trombetas) e Floresta Nacional Saracá-Taquera (Flona Saracá-Taquera), sendo que A18.1 corresponde à margem esquerda do rio Trombetas (ReBio Trombetas) e A18.2 à margem direita do rio Trombetas (Flona Saracá-Taquera); A19 são as áreas Reserva Extrativista Tapajós- Arapiuns (Resex Tapajós-Arapiuns) e Floresta Nacional do Tapajós (Flona Tapajós), Pará, sendo que A19.1 corresponde à margem esquerda do rio Tapajós (Resex Tapajós- Arapiuns) e A19.2 à margem direita rio Tapajós (Flona Tapajós); A20 Floresta Nacional do Trairão (Flona Trairão), Pará; A21 corresponde à Usina Hidroelétrica Santo Antônio do Jari (UHE Jari), rio Jari, sendo A21.1 margem direita da UHE Jari, Amapá e A12.2 margem esquerda da UHE Jari, Pará.

Métodos laboratoriais

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Extração do DNA e sequenciamento

O DNA genômico foi extraído das amostras de tecido muscular e fígado preservadas em álcool 95% por meio do protocolo fenol-clorofórmio (Sambrook et al., 2001). Posteriormente, os DNAs foram avaliados pela qualidade e suas concentrações quantificadas em Espectrofotômetro NanoDrop 2000 (Thermo Scientific, Uniscience, Brasil). A reação em cadeia da polimerase (PCR) (Innis et al. 1990) foi utilizada para amplificar os genes mitocondriais COI (Ivanova et al. 2007) e 16S rRNA (Palumbi et al. 1991) e o gene nuclear (receptor de prolactina - PRLR) (Townsend et al. 2008) (Tabela 3, Anexo C). Após a purificação dos produtos, os fragmentos de PCR foram sequenciados usando o protocolo padrão do ciclo de sequenciamento de PCR e o produto resultante foi injetado num sequenciador automático ABI 3130XL. Os protocolos da PCR e do ciclo de sequenciamento detalhados, bem como os iniciadores podem ser encontrados no suplemento 1.

Alinhamento e análise da diversidade intra e interespecífica

Os eletroferogramas foram importadas para o programa Geneious 6.1.8 (Kearse et al. 2012) e as seqüências consenso foram geradas. Cada sequência consenso foi posteriormente editada, traduzida in silico, quando apropriada, e, subsequentemente, um alinhamento das sequências de consenso foi gerado. Foi usado as inferências filogenéticas de máxima verossimilhança (Felsenstein 1981) e bayesiana (Rannala & Yang 1996, Mau et al. 1999) implementado nos programas PHYML (Guindon & Gascuel 2003) e MrBayes 3.2.1 (Ronquist & Huelsenbeck 2003), respectivamente. O modelo mais provável da evolução molecular foi inferida usando o software jModelTest (Posada 2008). Em ambas as análises foi implementado o modelo de evolução GTR + I + Γ (Rodríguez et al. 1990). Topologias de máxima verossimilhança foram pesquisados usando uma combinação dos algoritmos NNI e SPR (Guindon & Gascuel 2003) e a robustez da inferência filogenética foi avaliada por meio de 1000 réplicas de bootstrap. A análise da inferência bayesiana consistiu em uma busca heurística do espaço da árvore. Para melhorar a precisão da reconstrução filogenética (Brandley et al. 2005, Castoe et al. 2004, Nylander et al. 2004), os dados foram repartidos a priori por posição do códon e

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os fragmentos dos gene analisados, com cada partição assumido uma evolução de forma independente. Cada corrida foi repetida duas vezes, com 10 milhões de gerações cada e as amostras das árvores e do comprimento do ramo a cada 1000 gerações. Convergência entre as corridas foi acessado usando o software AWTY (Nylander et al. 2008). Antes de calcular as probabilidades posteriores dos clados, foi descartado 10% das primeiras corridas como burn-in e uma árvore consenso mais robusta foi gerada em TreeAnnotator 1.6.2 (incluído no pacote BEAST). Para delimitação das linhagem, foram usadas duas abordagens: the Automatic Barcode Gap Discovery Method (ABGD) (Puillandre et al. 2012a) e o modelo Poisson Tree Processes (bPTP) (Zhang et al. 2013). Os dois métodos foram usados para verificar a consistência na delimitação das linhagens sensu (Carstens et al. 2013). O algoritmo ABGD detecta automaticamente as diferenças significativas entre a divergência intra e interespecífica (ou seja, o Barcoding Gap) e define o limite da distância genética entre as divergências intra e interespecíficas baseados no padrão par- a-par da distância genética (Puillandre et al. 2012b). O alinhamento foi submetido a uma interface da web (http: // www.abi. snv. jussieu.fr / public / abgd/ abgdweb. html) para a análise. O limiar para a diversidade intraespecífica (p-distância) foi definido em um mínimo de 0.001 e máximo de 0.1. O valor padrão do Barcoding Gap foi X = 1.0 e tanto o modelo de evolução molecular JC69 (Jukes e Cantor 1969) e K2P (Kimura 1981) foram utilizados. O método bPTP (Zhang et al. 2013) infere o número mais provável das linhagens no qual pertence uma espécie dada uma hipótese filogenética. Esta conclusão baseia-se na observação de que as relações intraespecíficas são marcadas por um número significativamente menor de substituições do que as relações interespecíficas. Similar ao método GMYC (Fujisawa & Barraclough 2013), bPTP requer uma árvore filogenética totalmente resolvida como entrada, mas ao contrário do método GMYC, não requer uma árvore ultramétrica. A análise bPTP foi realizada utilizando o script Python (https://github.com/zhangjiajie/PTP) com a filogenia PHYML usada como entrada.

Resultados

As sequências dos dois genes mitocondriais (CO1 e 16S rRNA) e o gene nuclear (PRLR) foram obtidos a partir de 20 espécimes de Plica plica coletadas em nove

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localidades e 60 espécimes de duas subespécies de Plica umbra procedentes de 19 localidades da bacia Amazônica. O tamanho amostral variou de 1 a 8 espécimes por localidade (Tabela 1, Anexo A). O alinhamento final consistiu de 486 pares de bases para 16S rRNA, 569 pares de bases para o gene COI e 435 pares de bases para o gene PRLR. As análises filogenéticas de todos os três genes resultou em topologias idênticas. Os dois táxons são monofiléticos, mas difere em níveis de divergência intraespecífica. Em Plica Plica foi observado divergência média abrangendo a raiz de 13%, 8% e 2% nos genes COI, 16S rRNA e PRLR, respectivamente. Em Plica umbra, foi observado divergência média abrangendo a raiz de 20%, 13% e 3% em COI, 16S rRNA e PRLR, respectivamente. Divergências interespecíficas variaram de 24%, 15% e 4% nos genes COI, 16S rRNA e PRLR, respectivamente. Em muitos casos, também foi observado monofília recíproca e divergências de grupos de indivíduos amostrados a partir de lados opostos dos rios. Foi observada monofília recíproca e divergência entre margens opostas de rios que separam regiões biogeográficas como o rio Tapajós separando a região biogeográfica Rondônia e Tapajós (Área 19.1 e 19.2, Fig. 1) para Plica umbra, com 12% de divergência intraespecífica para o gene CO1, bem como entre margens opostas de rios dentro da mesma região biogeográfica, como o rio Purus, que flui no interior da região biogeográfica Inambari (Área 2, Fig. 1) para Plica umbra, com 16% de divergência intraespecífica para o gene CO1 e dentro de uma mesma região biogeográfica, a Guiana (Área de 9.1 e 9.2, Fig. 1), mas em altitudes diferentes para Plica plica, com 5% de divergência intraespecífica para o gene CO1. O padrão filogenético observado entre as linhagens dentro de cada clado foram em grande parte concordantes. Divergência principal foi encontrado entre o clado ocupando o Escudo Cristalino das Guianas e um clado ocupando o Escudo Brasileiro e Bacia sedimentar da Amazônia Ocidental. Dentro de cada clado localidades geograficamente próximas, separadas por grandes rios foram identificadas linhagens irmãs como reciprocamente monofiléticas. Dentro do clado Plica plica, espécimes de localidades situadas no Escudo Cristalino das Guianas formaram um grupo parafilético (Fig. 4). A principal diferença além da falta de monofília das linhagens de Plica plica no Escudo das Guianas foi a profunda divergênica vs. divergências rasas entre linhagens de Plica umbra e Plica

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plica, respectivamente. As relações filogenéticas entre os clados foram bem suportadas pela alta probabilidade posterior e valores de bootstrap (Fig. 4). Os métodos ABGD e bPTP não foram concordantes apenas para Plica plica. Os métodos delimitaram cinco linhagens distintas em Plica plica com bPTP e quatro com ABGD. Para Plica umbra, os métodos delimitaram seis linhagens distintas com pPTP e ABGD. A subespécie Plica umbra umbra foi composta por uma linhagem e Plica umbra ochrocollaris por cinco linhagens. As linhagens estavam restritas a apenas uma área biogeográfica com exceção de duas linhagem em Plica plica e duas em Plica umbra ochrocollaris. Uma dessas linhagens de Plica plica era composta por indivíduos de três localidades (Darahá, Serra da Mocidade e Serra do Apiaú), localizadas dentro da região biogeográfica Guiana ou conforme o autor em áreas indefinidas ou Imeri (Fig. 1, Tabela 2). A outra linhagem era composta por indivíduos de localidades ao sul do rio Amazonas (Igarapé do Jacinto / Rebio Abufari) dentro da região biogeográfica Inambari, localidades do rio Tapajós (Flona Tapajós / Resex Tapajós - Arapiuns) dentro da região biogeográfica Tapajós e / ou Pará e do rio Madeira, na região biogeográfica Rondônia (Fig. 1, Tabela 2). A linhagem de Plica umbra ochrocollaris era composta por indivíduos do rio Purus (Parna Jari) dentro da região biogeográfica Inambari e rio Tapajós (Flona Tapajós) dentro da região biogeográfica Tapajós e / ou Pará (Fig. 1, Tabela 2 ). A outra linhagem de Plica umbra ochrocollaris era composta por indivíduos das localidades dentro de Inambari (Nova Olinda do Norte) e Tapajós e / ou Pará (Flona Trairão), respectivamente (Fig. 1, Tabela 2).

Discussão

A região amazônica abriga uma rica assembléia de lagartos (Ávila-Pires et al. 2007), no entanto, pouco se sabe sobre a verdadeira diversidade deste grupo ou mesmo sua ecologia básica. A descoberta e a descrição de espécies tem acelerado nos últimos anos, em grande parte devido ao aumento no financiamento em investigação, que, por sua vez, permitiu aos pesquisadores rever o material existente em coleções, bem como material de novas amostras. Estudos moleculares são, no entanto, ainda escassos. Os poucos estudos que usaram métodos moleculares para investigar a diversidade filogenética em lagartos (por exemplo Glor et al. 2001, Bergmann & Russell 2007, Geurgas & Rodrigues 2010, D'Angiolella et al. 2011, Gamble et al. 2012) têm

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demonstrado que a taxonomia atual subestima à diversidade real. Todos os estudos encontraram múltiplas linhagens, espécies candidatas, dentro das espécies estudadas, o que, em vários casos, levaram à descrição de novas espécies (por exemplo Bergmann & Russell 2007) ou mudanças de status taxonômico (por exemplo D'Angiolella et al. 2011). Embora não abordado neste estudo, é também evidente que as linhagens observados e descobertas estão geograficamente estruturadas, e a distribuição das linhagens Amazônica parece corresponder em grande parte às áreas propostas de endemismo da Amazônia (Cracraft 1985, Borges & Silva 2012). Com base nesses poucos estudos, assim parece que a nossa compreensão da diversidade de lagarto é limitada, e muito da nova diversidade aguarda ser descoberta e identificada. Assim, talvez não seja surpreendente, o encontro de quatro e cinco linhagens dentro de Plica plica e seis linhagens dentro das duas subespécies de Plica umbra. Identificação de linhagens evolutivas independentes foi realizada com bPTP e ABGD. O método bPTP é um modelo do processo evolutivo de especiação, diferenciando estatisticamente entre o padrão intra e interespecífico de ramificação. Este método leva em conta o processo com o qual as linhagens evolutivas originaram e identifica as linhagens evolutivas compatíveis com o processo de coalescencia. O método ABGD tenta identificar um limiar da divergência comum que separa a divergência intra da divergência interespecífica. Estes métodos se baseiam, portanto, em uma ruptura no padrão do número de táxons identificados utilizando diferentes limiares como uma transição de distâncias associadas com a divergência intra da interespecífica. GMYC e assim como o bPTP tem uma tendência a sobre-estimar o número de linhagens, ou seja, identificar linhagens intraespecíficas em espécies estruturadas como linhagens distintas, ao mesmo tempo, dependendo da heterogeneidade das divergências intra e interespecíficas, o uso do ABGD pode ser muito subjetivo se um limiar único para o conjunto de dados não exista. Em situações em que existe relativamente pouca estruturação populacional intraespecífica, e não há muito heterogeneidade na divergência intra e interespecífica, os dois métodos devem identificar as mesmas linhagens evolutivas (Paz & Crawford 2012;. Puillandre et al 2012b, Kekkonen & Hebert 2014 ). No caso do presente estudo, os métodos bPTP e ABGD não foram concordantes apenas para Plica plica, identificando quatro linhagens com ABGD e cinco com pPTP. Dentro de Plica umbra, seis linhagens foram encontradas. A confiança na existência dessas linhagens foi reforçada pela observação de que indivíduos de localidades

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distintas, mas dentro da mesma região biogeográfica foram identificadas como pertencentes à mesma linhagem (ver discussão mais adiante), enquanto a p- divergência não corrigida entre as linhagens foi de pelo menos 4% e 2% para os fragmentos de COI e 16S rRNA, respectivamente. No momento não existe nenhuma divergência mínima que seja considerada como indicativo de divergências em nível de espécies em Squamata. Isto se deve provavelmente, aos poucos estudos publicados (< 10 na Web of Science), porém estes estudos tendem a descrever altas divergências nos taxa (20% +). Por outro lado, Murphy & Jowers (2013) observaram, pelo menos, 4% de divergência entre espécies candidatas dentro do complexo de espécies Plica plica. Neste caso, pode-se ter confiança na existência dessas linhagens (Carstens et al. 2013). Plica plica e Plica umbra não são o únicos grupos de lagartos amazônicos para os quais foram observados mais do que uma linhagem evolutiva dentro entidades taxonômicas. Até à data apenas alguns estudos de diversidade filogenética e / ou DNA barcode com lagartos amazônicos foram realizadas (por exemplo, Glor et al. 2001, Bergmann & Russell 2007, Geurgas & Rodrigues 2010, D'Angiolella et al. 2011,. Gamble et al. 2012), com indícios de altos níveis de taxonomia críptica ou extrema divergências profundas intraespecíficas. Diversidade filogenética avaliada em lagartos Anoles da bacia Amazônica tem revelado de 3-4%, 4-9% e 6-8%, respectivamente, nas espécies A. fuscoauratus D Orbigny, 1837, A. punctatus Daudin, 1802 e A. ortonii Cope, 1868 entre as diferentes localidades de amostragem e a divergência variou de 13 - 22% entre localidades para A. nitens (Glor et al. 2001). A divergência entre Anolis punctatus e Anolis ortonii corresponde a 6-7 milhões de anos de evolução intraespecífica, enquanto que para A. fuscoauratus a divergência correspondeu a pelo menos 3 milhões de anos de evolução intraespecífica. Evolução intraespecífica de Anolis nitens foi estimada em pelo menos 15 milhões de anos. Na sequência deste estudo, várias das subespécies de A. nitens foram validados como táxons (D'Angiolella et al. 2011). Mais recentemente, Gamble et al. (2011), analisou a diversidade filogenética de Chatogekko amazonicus (Andersson 1918), um pequeno gekkonídeo de folhiço amplamente distribuído em toda a bacia amazônica. Os autores observaram três linhagens divergentes dentro de C. amazonicus, resultados consistentes com Geurgas & Rodrigues (2010), que observou 9.1 - 20.7% de divergência entre cinco clados, e sugeriu a existência de várias espécies crípticas dentro de C. amazonicus. Bergmann &

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Russell (2007) também observaram divergências de 23.0-26.9% no lagarto neotropical Thecadactylus rapicauda Houttuyn 1782 levando os autores, em conjunto com outras fontes de dados, a descrever Thecadactylus solimoensis no sudoeste da bacia amazônica. Esses altos níveis de diversidade filogenética não se restringem à bacia amazônica. Como exemplo, pelo menos 10 linhagens (4.7-15.6% de divergência) e espécies candidatas foram identificados em Phyllopezus pollicaris (Spix 1825), uma espécie de lagarto que habita a Caatinga Neotropical, Cerrado e biomas do Chaco (Gamble et al. 2012). Da mesma forma que na região neotropical, poucos estudos têm sido realizados na região paleotropical. No entanto, esses estudos também sugerem diversidade filogenética elevada. Por exemplo, um estudo abrangendo répteis de Madagáscar por Nagy et al. (2012) sugerem a existência de 41 - 48 espécies candidatas dentro das 250 espécies analisadas, compreendendo 16-19% das espécies analisadas. Embora o nosso, assim como esses estudos com foco em lagartos neotropicais utilizando conjuntos de dados em grande parte não sobrepostos, todos os estudos analisaram genes mitocondriais, e, assim, as divergências observadas são aproximadamente comparáveis. Todos os estudos indicaram profunda divergência filogenética, provavelmente correspondendo a divergência entre as espécies taxonomicamente enigmáticas cujas origens filogenéticas são antigas, e, provavelmente, precede ao Pleistoceno. Os dados do mtDNA combinados com o gene nuclear PRLR gerou uma hipótese filogenética final para Plica plica e Plica umbra. Essa hipótese filogenética manteve o mesmo padrão e ordem de ramificação em ambas as espécies, mas apresentou maior apoio para os clados inferidos. A contar pela diferença na amostragem, o padrão topológico das relações filogenéticas entre as linhagens também foram concordantes entre as duas espécies, com a seguinte exceção. A divergência basal em Plica umbra correspondeu à separação das linhagens que ocorrem no Escudo Cristalino das Guianas, por um lado, e no Escudo Brasileiro e da bacia sedimentar na Amazônia Central e Ocidental, por outro lado. Linhagens do Escudo Brasileiro e bacia sedimentar na Amazônia Central e Ocidental formaram grupos irmãos reciprocamente monofiléticos. Esta divisão basal também corresponde à divergência de Plica u. umbra no Escudo das Guianas e Plica u. ochrocollaris no Escudo Brasileiro e bacia sedimentar na Amazônia Central e Ocidental. Em Plica plica, os grupos irmãos reciprocamente monofiléticos

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que compreendem o Escudo Brasileiro e linhagens da Amazônia Central e Ocidental da Amazônia foram filogeneticamente agrupados dentro do grupo do Escudo das Guianas. Dentro destas três áreas geográficas mencionadas, as linhagens estavam restritas a apenas uma área biogeográfica, mas algumas linhagens estavam separadas por mais que uma área biogeográfica, isoladas por rios. Dos cinco rios com amostragem em margens opostas, o rio Tapajós foi o local que apresentou linhagem divergente para Plica u. ochrocollaris, separando duas áreas de endemismo, Rondônia e Tapajós e / ou Pará (Cracraft 1985, Silva et al. 2005, Ribas et al. 2012, Borges & Silva 2012, Lynch Alfaro et al. 2015). As diferenças entre as áreas de endemismo que separam o rio Tapajós foram altas para Plica umbra, no entanto, a divergência dentro da mesma área de endemismo, na região biogeográfica Inambari, no rio Purus, foi maior. Quando Plica umbra de outras localidades do interior do interflúvio dos rios Purus / Madeira foram incluídos, a divergência entre as amostras de ambos os lados do rio Purus tornou-se ainda mais acentuada, e também tornou claro que o interflúvio Purus / Madeira é heterogêneo em relação à composição das linhagens que ocorrem dentro deste interflúvio. Dentro deste interflúvio existem linhagens que agruparam juntamente com espécimes da região biogeográfica Rondônia, em vez de, com exemplares da região biogeográfica Inambari. A observação de linhagens isoladas por esses rios não é inteiramente surpreendente, embora as forças causais não sejam claras. No entanto, uma possível explicação é a conformação dos rios Purus e Madeira no Plioceno. Até o início do Pleistoceno, a saída da bacia boliviana se dava através do rio Purus, enquanto o rio Madeira a montante da sua confluência com o rio Aripuanã não existia (Wesselingh et al. 2010). O rio Purus delimitava a região biogeográfica Inambari e Rondônia em suas margens esquerda e direita, respectivamente, enquanto o Aripuanã em seu baixo curso, atualmente a parte inferior do rio Madeira, era apenas um dos menores rios dentro da região biogeográfica Rondônia. No seu curso inferior, o rio Aripuanã também era muito dinâmico, uma região caracterizado por uma série de mega-leques ativos (Wilkinson et al. 2010) no início do Pleistoceno. Este dinamismo promoveu a movimentação de blocos de paisagem de um lado do rio para o outro, efetivamente eliminando qualquer potencial efeito do rio como barreira. Curiosamente em um estudo com lagartos do gênero Leposoma por Souza et al. (2013), não foi abservada diferenças morfológicas entre Leposoma osvaldoi Ávila-Pires 1995 amostradas em margens opostas do rio Madeira, no entanto, foram observadas diferenças entre os espécimes amostrados em

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margens opostas do alto rio Aripuanã. Não foram encontradas divergências significativas entre margens opostas do rio Jatapú para Plica umbra, mas o rio Jatapú separa clados da margem leste e oeste. Esta observação diz respeito tanto aos espécimes de localidades amostrais duplas bem como quando incluídas outras localidades da região biogeográfica Guiana. O rio Jatapú não é um rio com grandes dimensões, sendo o principal afluente da margem esquerda do rio Uatumã, porém Oliveira et al. (2014) observaram que o rio Jatapú delimita a distribuição das espécies de Leposoma. O rio Branco, que drena as savanas de Roraima e, o gráben Tucutu, e assim divide o Escudo Cristalino das Guiana em seções orientais e ocidentais também tem sido sugerido delimitar grupos distintos de aves (Naka et al. 2012) e primatas (Bonvicino et al. 2003) em suas margens ocidentais e orientais, embora um estudo multitáxon com primatas não confirma essa hipótese (Boubli et al. 2014). Nosso estudo também não suporta uma divisão biogeográfica no rio Branco para Plica da região biogeográfica Guiana. O padrão de ramificações na filogenia com base na análise dos dados combinados é amplamente compatível com o relacionamento e com a sequência de formação das regiões biogeográficas propostas por Hall & Harvey (2002) e atualizada por Ribas et al. (2012). Aqui primeiramente foi observado uma divergência norte-sul das áreas separadas pelo rio Amazonas. Posteriormente a essa divergência basal, foi observada divergências leste-oeste entre as linhagens ocorrendo no Escudo Cristalino das Guianas e Escudo Brasileiro e Bacia sedimentar da Amazônia Central e Ocidental. Tais padrões, contrastam com a estrutura da fauna de lagarto da bacia amazônica proposto por Ávila-Pires (1995) e Ron (2000). Ambos os autores propõem uma divisão principal leste-oeste. No estudo de Ávila-Pires (1995) esta divisão se manifesta com a substituição de espécies ou como distribuições restritas tanto a oriental do Escudo Cristalino das Guinas ou na bacia Sedimentar Ocidental, enquanto que o estudo de Ron (2000) é baseado em uma análise cladística de parcimônia de endemismo. No entanto, também não é totalmente congruente nem com o estudo de Hall & Harvey (2002) nem com o estudo de Ribas et al. (2012). Enquanto observamos um ancestral comum entre as populações das regiões biogeográficas Inambari, Napo e Imeri (províncias da região da bacia sedimentar da Amazônia Central e Ocidental), este grupo é irmão de um clado ocupando o Escudo Brasileiro (regiões biogeográficas Rondônia, Tapajós, Xingu e Belém), enquanto o estudo de Hall & Harvey (2002) propõe que as regiões

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biogeográficas Inambari, Napo e Imeri seja irmã da província biogeográfica Guiana. Ribas et al. (2012), por outro lado, sugere que a região biogeográfica Inambari seja irmã das regiões que ocupam o Escudo Brasileiro, enquanto que as regiões biogeográficas Napo e Negro (áreas equivalentes a Napo e Imeri em estudos anteriores) agrupam juntamente com a região biogeográfica Guiana. Em conclusão, está claro que as duas entidades taxonômicas Plica plica e Plica umbra compreendem mais do que uma entidade evolutiva distinta estruturada através da paisagem amazônica. É pouco provável que isso seja algo exclusivo para o gênero Plica, já que múltiplas linhagens evolutivas foram observadas em outros táxons de lagartos Neotropical investigados até o momento por Glor et al. (2001) e Geurgas & Rodrigues (2010). Este fenômeno também foi observado em outros grupos da herpetofauna tais como anuros (Fouquet et al. 2007).

Agradecimentos: Nós agradecemos Patrik F. Viana pelas amostras de Plica umbra do Parque Estadual do Rio Negro, Amazonas, e pela leitura da primeira versão preliminar do manuscrito; Priscila Azarak pelas amostras Plica plica do Parque Nacional Serra da Mocidade, Roraima e Sergio M. Souza pelas amostras Plica plica e Plica umbra da Serra do Apiaú, Roraima; Nova Olinda do Norte, Amazonas e Floresta Nacional do Trairão, Pará e pelas comentários nas várias versões deste manuscrito, Jack Sites pelos comentários da primeira versão preliminar do manuscrito e e Juan Miguel Ruiz Ovalle pela ajuda com o desenho do mapa. Um agradecimento especial vai para todos os participantes do projeto SISBIOTA grupo Herpetofauna. Apoio logístico e financeiro foi fornecido pelo CNPq/SISBIOTA-BioPHAM 563348/2010 e FAPEAM 021/2011- Universal Amazonas. A permissão para a coleta das amostras concedida pelo ICMBio/SISBIO. DPO e VTC foram apoiados pelas bolsas de doutorado da CAPES e FAPEAM respectivamente, e TH por uma bolsa de produtividade em pesquisa do CNPq durante a execução deste estudo.

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209

SUPLEMENTO 1

As reações de PCR para os genes mitocondriais e nuclear foram realizadas em um termociclador Veriti™ Thermal Cycler (Applied Biosystems, Foster City, CA, USA) em um volume final de reação de 15 μL, contendo 5.3 μL de água ultrapura, 1.2 µL de

50 mM MgCl2 (Fermentas), 1.2 µL de 10 mM dNTPs (Fermentas), 1.5 µL de tampão 10X (100 mM Tris-HCl, pH 8,5, 500 mM KCl) (Fermentas), 1.5 µL de 5c de BSA; 1.5 μl de cada primer (2μM), 0.3 µL de 1 U da enzima Taq DNA polimerase (Fermentas) e 1.0 µL de DNA (50 ng/µL). Os ciclos de amplificação para os genes mitocondriais e nucleares foram realizados como segue: desnaturação inicial de 68 °C por 1 minuto, seguido de 35 ciclos de desnaturação a 93 °C por 30 segundos, anelamento a 50 °C por 35 segundos e extensão a 68 °C por 90 segundos. Uma extensão final foi realizada a 68 °C por 7 minutos. Para os genes nucleares, foi desenhado iniciadores internos (Tabela 2), sendo assim, foram realizadas dois ciclos de PCRs para esse marcador As amplificações foram checadas via eletroforese em gel de agarose a 1% corado com GelRed™ (Biotium, Inc.). Os produtos da PCR amplificados foram purificados com uma solução de Exonuclease I e Fosfatase alcalina de camarão (ExoSap-IT®) (USB Corporation) (Hanke e Wink, 1994). Os produtos purificados foram marcados em uma reação com BigDye Terminator v 3.1 Cycle Sequencing Ready Reaction kit (Applied Biosystems, Foster City, CA, USA) usando 4.4 μL de água ultrapura; 1.3 μL de tampão de sequenciamento 5X; 0.3 μL de BigDye Terminator v 3.1; 2.0 μL do produto de PCR purificado (20 - 50 ng/μL); 2.0 μL dos primers forward. Para o marcador CO1, foram sequenciadas as fitas foward e reverse, usando os primers M13F (-21) (2 μM) e M13R (-27) (2 μM) (Messing, 1983). As condições de termociclagem da reação de sequência seguiram os passos de Platt et al. (2007). Os produtos marcados foram purificados por precipitação com EDTA/acetato de sódio/etanol e então sequenciados em um sequenciador automático ABI PRISM® 3130 xl (Applied Biosystems, Foster City, CA, USA).

210

ANEXO A

Tabela 1. Amostras de Plica plica e Plica umbra analisadas neste estudo. A informação incluem a localização, números das linhagens em cada espécie, número das amostras depositadas no CTGA / UFAM e vouchers.

Espécies Localidades Linhagens CTGA Vouchers

Plica plica Brasil: AM: rio Jatapú, margem esquerda, comunidade São José do Jabote CTGA_L_0146

Plica plica Brasil: AP: Usina Hidrelétrica Santo Antônio do Jari, rio Jari, margem esquerda, município Larajal do Jari 1 CTGA_L_5024 INPA_H_28864 Plica plica Brasil: PA: Usina Hidrelétrica Santo Antônio do Jari, rio Jari, margem direita, município de Almerin CTGA_L_5059 INPA_H_32811 Plica plica Brazil: RR: Serra do Apiaú, município de Iracema, 200 m CTGA_L_5110 INPA-H 31618 2 Plica plica Brazil: RR: Serra do Apiaú, município de Iracema, 200 m CTGA_L_5111

Plica plica Brazil: RR: Serra do Apiaú, município de Iracema, 800 m CTGA_L_5148 INPA-H 31620 Plica plica Brasil: RR: Parque Nacional Serra da Mocidade, afluente da margem direita do rio Branco CTGA_L_5374

Plica plica Brasil: AM: Município de Santa Isabel do Rio Negro, rio Darahá, afluente da margem direita do rio Purus CTGA_L_0219

Plica plica Brasil: AM: Município de Santa Isabel do Rio Negro, rio Darahá, afluente da margem direita do rio Purus 3 CTGA_L_0175

Plica plica Brasil: AM: Município de Santa Isabel do Rio Negro, rio Darahá, afluente da margem direita do rio Purus CTGA_L_0216

Plica plica Brasil: AM: Município de Santa Isabel do Rio Negro, rio Darahá, afluente da margem direita do rio Purus CTGA_L_0186

Plica plica Brasil: AM: Município de Santa Isabel do Rio Negro, rio Darahá, afluente da margem direita do rio Purus CTGA_L_0218

Plica plica Brasil: PA: Reserva Extrativista Tapajós-Arapiuns, rio Tapajós, margem esquerda CTGA_L_0660

Plica plica Brasil: PA: Reserva Extrativista Tapajós-Arapiuns, rio Tapajós, margem esquerda CTGA_L_0675

Plica plica Brasil: AM: Nova Olinda do Norte, rio Madeira CTGA_L_5256

Plica plica Brasil: PA: Floresta Nacional do Tapajós, Tapajós River, margem direita 4 CTGA_L_0643

Plica plica Brasil: PA: Floresta Nacional do Tapajós, Tapajós River, margem direita CTGA_L_0666

Plica plica Brasil: AM: Igarapé Jacinto, margem direita, afluente da margem direita do rio Purus CTGA_L_0363

Plica plica Brasil: AM: Reserva Biológica de Abufari, rio Purus, margem esquerda, comunidade Turiaçu CTGA_L_0431

211

TOTAL 9 20 Espécies Localidades ID Number CTGA Plica umbra umbra Brasil: AP: Usina Hidrelétrica Santo Antônio do Jari, rio Jari, margem esquerda, município Larajal do Jari CTGA_L_5047 INPA_H_30071 Plica umbra umbra Brazil: PA: Usina Hidrelétrica Santo Antônio do Jari, Jari River, right bank, Almerin municipality CTGA_L_5058 INPA_H_30073 Plica umbra umbra Brazil: RR: baixo rio Branco, rio Branco, margem esquerda CTGA_L_5337

Plica umbra umbra Brasil: AM: Mineração Taboca, rio Pitinga, município de Presidente Figueiredo INPA_H_0321

Plica umbra umbra Brasil: AM: Mineração Taboca, rio Pitinga, município de Presidente Figueiredo INPA_H_0320

Plica umbra umbra Brasil: RR: Parque Nacional do Viruá, rio Branco, margem esquerda, município de Caracaraí INPA_H_0642 INPA_H_26301 Plica umbra umbra Brasil: RR: Parque Nacional do Viruá, rio Branco, margem esquerda, município de Caracaraí INPA_H_0275 INPA_H_26296 Plica umbra umbra Brasil: RR: Parque Nacional do Viruá, rio Branco, margem esquerda, município de Caracaraí INPA_H_0274 INPA_H_26297 Plica umbra umbra Brasil: AM: Refinaria Isaac Sabbá (Reman), rio Negro, município de Manaus INPA_H_0218 INPA_H_30391 Plica umbra umbra Brasil: AM: Refinaria Isaac Sabbá (Reman), rio Negro, município de Manaus INPA_H_0325 INPA_H_18693 Plica umbra umbra Brasil: AM: Refinaria Isaac Sabbá (Reman), rio Negro, município de Manaus INPA_H_0335

Plica umbra umbra Brasil: AM: Parque Estadual do Rio Negro, Setor Sul, rio Cuieiras INPA_H_0077 INPA_H_18520 Plica umbra umbra Brasil: AM: Parque Estadual do Rio Negro, Setor Sul, rio Cuieiras 1 INPA_H_0116 INPA_H_18521 Plica umbra umbra Brazil: AM: Parque Estadual do rio Negro, Setor Sul, Novo Airão municipality CTGA_L_5377

Plica umbra umbra Brazil: AM: Mineração Taboca, Pitinga River, Presidente Figueiredo municipality INPA_H_0060

Plica umbra umbra Brasil: AM: Mineração Taboca, rio Pitinga, município de Presidente Figueiredo INPA_H_0116

Plica umbra umbra Brasil: AM: Mineração Taboca, rio Pitinga, município de Presidente Figueiredo INPA_H_0251

Plica umbra umbra Brasil: AM: Município de Santa Isabel do Rio Negro, rio Darahá, afluente da margem direita do rio Purus CTGA_L_5251

Plica umbra umbra Brasil: AM: Ponte Negro River, rio Negro, município de Manaus INPA_H_0131 INPA_H_19809 Plica umbra umbra Brasil: AM: Município de Silves, rio Urubu, afluente do rio Amazonas INPA_H_0078 INPA_H_20084 Plica umbra umbra Brasil: AM: rio Jatapú, margem direita, comunidade São João do Lago da Velha CTGA_L_0065

Plica umbra umbra Brasil: AM: rio Jatapú, margem direita, comunidade São João do Lago da Velha CTGA_L_0104

Plica umbra umbra Brasil: AM: rio Jatapú, margem direita, comunidade São João do Lago da Velha CTGA_L_0012

Plica umbra umbra Brasil: AM: rio Jatapú, margem direita, comunidade São João do Lago da Velha CTGA_L_0007

Plica umbra umbra Brasil: AM: rio Jatapú, margem direita, comunidade São João do Lago da Velha CTGA_L_0008

212

Plica umbra umbra Brasil: AM: rio Jatapú, margem direita, comunidade São João do Lago da Velha CTGA_L_0067

Plica umbra umbra Brasil: AM: rio Jatapú, margem esquerda, Comunidade São José do Jabote CTGA_L_0128

Plica umbra umbra Brasil: AM: rio Jatapú, margem esquerda, Comunidade São José do Jabote CTGA_L_0129

Plica umbra umbra Brazil: PA: Floresta Nacional Saracá-Taquera, rio Trombetas River, margem direita CTGA_L_0779

Plica umbra umbra Brazil: PA: Floresta Nacional Saracá-Taquera, rio Trombetas River, margem direita CTGA_L_0956

Plica umbra umbra Brazil: PA: Reserva Biológica Trombetas, rio Trombetas, margem esquerda CTGA_L_0781

Plica umbra umbra Brazil: PA: Reserva Biológica Trombetas, rio Trombetas, margem esquerda CTGA_L_0942

Plica umbra umbra Brazil: PA: Reserva Biológica Trombetas, rio Trombetas, margem esquerda CTGA_L_0802

Plica umbra umbra Brazil: PA: Reserva Biológica Trombetas, rio Trombetas, margem esquerda CTGA_L_0771

Plica umbra umbra Brazil: PA: Reserva Biológica Trombetas, rio Trombetas, margem esquerda CTGA_L_0966

Plica umbra umbra Brazil: PA: Floresta Nacional Saracá-Taquera, rio Trombetas River, margem direita CTGA_L_0980

Brasil: AM: Parque Nacional Nascentes do Lago Jari, margem direita do igarapé do Jacinto, afluente da margem esquerda rio Plica umbra ochrocollaris CTGA_L_5070 INPA-H_27292 Purus Plica umbra ochrocollaris Brasil: AM: Igarapé do Jacinto, margem direita, afluente da margem direita do rio Purus CTGA_L_0368

Brasil: AM: Parque Nacional Nascentes do Lago Jari, margem direita do igarapé do Jacinto, afluente da margem esquerda rio Plica umbra ochrocollaris CTGA_L_5079 INPA-H_27293 Purus Plica umbra ochrocollaris Brasil: AM: Igarapé do Jacinto, margem direita, afluente da margem direita do rio Purus CTGA_L_0271

Plica umbra ochrocollaris Brasil: AM: Igarapé do Jacinto, margem direita, afluente da margem direita do rio Purus CTGA_L_0286 2 Plica umbra ochrocollaris Brasil: AM: Reserva Biológica de Abufari, rio Purus, margem esquerda, comunidade Turiaçu CTGA_L_0420

Plica umbra ochrocollaris Brasil: AM: Igarapé do Jacinto, margem direita, afluente da margem direita do rio Purus CTGA_L_0466

Plica umbra ochrocollaris Brasil: AM: Floresta Estadual Canutama, rio Paisse, margem esquerda, afluente do rio Purus INPA_H_0384 INPA_H_34401 Plica umbra ochrocollaris Brasil: AM: Floresta Estadual Canutama, rio Paisse, margem esquerda, afluente do rio Purus INPA_H_0388 INPA_H_33178 Plica umbra ochrocollaris Brazil: AM: Rodovia BR 319 INPA_H_0548

Plica umbra ochrocollaris Brasil: PA: Floresta Nacional do Trairão, município de Itaituba CTGA_L_5205 3 Plica umbra ochrocollaris Brasil: AM: Nova Olinda do Norte, rio Madeira CTGA_L_5264

Brasil: AM: Parque Nacional Nascentes do Lago Jari, margem direita do igarapé do Jacinto, afluente da margem esquerda rio Plica umbra ochrocollaris CTGA_L_5069 INPA-H_27291 Purus Plica umbra ochrocollaris Brazil: PA: Floresta Nacional do Tapajós, rio Tapajós, margem direita 4 CTGA_L_0712

Brasil: AM: Parque Nacional Nascentes do Lago Jari, margem direita do igarapé do Jacinto, afluente da margem esquerda rio Plica umbra ochrocollaris CTGA_L_5086 INPA-H_27294 Purus

213

Plica umbra ochrocollaris Brasil: PA: Reserva Extrativista Tapajós-Arapiuns, rio Tapajós, margem esquerda 5 CTGA_L_0579

Plica umbra ochrocollaris Brasil: AM: Japurá River, margem direira 6 CTGA_L_1105

Plica umbra ochrocollaris Brasil: AM: Japurá River, margem direira CTGA_L_1012

Plica umbra ochrocollaris Brasil: AM: Japurá River, margem esquerda CTGA_L_1039

Plica umbra ochrocollaris Brasil: AM: Japurá River, margem esquerda CTGA_L_1057

Plica umbra ochrocollaris Brasil: AM: Japurá River, margem direira 7 CTGA_L_1013

Plica umbra ochrocollaris Brasil: AM: Japurá River, margem direira CTGA_L_1106

Plica umbra ochrocollaris Brasil: AM: Japurá River, margem direira CTGA_L_1147

Plica umbra ochrocollaris Brasil: AM: Japurá River, margem direira CTGA_L_1175

TOTAL 19 60

214

ANEXO B

Tabela 2. Localização das áreas de endemismo da Amazônia mostradas na Figura 1.

Região de Região de Região de Região de Região de Endemismo Endemismo Endemismo Endemismo Endemismo Localização sensu sensu Lynch- Localidade sensu Silva sensu Borges e sensu Ribas Cracraft Alfaro et al. et al. 2005 Silva 2012 et al. 2012 1985 2015

1 Inambari Inambari Inambari Inambari Inambari Brasil: AM: Floresta Estadual Canutama, rio Paisse, margem esquerda, afluente do rio Purus 2 Inambari Inambari Inambari Inambari Inambari Brasil: AM: Parque Nacional Nascentes do Lago Jari, margem direita do igarapé do Jacinto, afluente da margem esquerda rio Purus 3.1 Inambari Inambari Inambari Inambari Inambari Brasil: AM: Igarapé do Jacinto, margem direita, afluente da margem direita do rio Purus 3.2 Inambari Inambari Inambari Inambari Inambari Brasil: AM: Reserva Biológica de Abufari, rio Purus, margem esquerda, comunidade Turiaçu 4 Inambari Inambari Inambari Inambari Inambari Brazil: AM: Rodovia BR 319 5.1 Napo Imeri Napo Napo Imeri Brasil: AM: Japurá River, margem esquerda 5.2 Napo Napo Napo Napo Napo Brasil: AM: Japurá River, margem direira 6 undefined Guiana Imeri Guiana Guiana Brasil: AM: Município de Santa Isabel do Rio Negro, rio Darahá, afluente da margem direita do rio Purus 7 undefined Guiana undefined Guiana Guiana Brasil: RR: Parque Nacional Serra da Mocidade, afluente da margem direita do rio Branco 8 Guiana Guiana Guiana Guiana Guiana Brasil: RR: Parque Nacional do Viruá, rio Branco, margem esquerda, município de Caracaraí 9.1 undefined Guiana undefined Guiana Guiana Brazil: RR: Serra do Apiaú, município de Iracema, 200 m 9.2 undefined Guiana undefined Guiana Guiana Brazil: RR: Serra do Apiaú, município de Iracema, 800 m 10 Guiana Guiana Guiana Guiana Guiana Brasil: RR: baixo rio Branco, rio Branco, margem esquerda 11 Guiana Guiana Guiana Guiana Guiana Brasil: AM: Mineração Taboca, rio Pitinga, município de Presidente Figueiredo

12.1 Guiana Guiana Guiana Guiana Guiana Brasil, AM: Parque Estadual do rio Negro, Setor Sul, rio Cuieiras

12.2 Guiana Guiana Guiana Guiana Guiana Brazil, AM: Parque Estadual do rio Negro, Setor Sul, município de Novo Airão 13 Guiana Guiana Guiana Guiana Guiana Brazil, AM: Ponte Rio Negro, município de Manaus , rio Negro 14 Guiana Guiana Guiana Guiana Guiana Brasil: AM: Refinaria Isaac Sabbá (Reman), rio Negro, município de Manaus

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15 Rondônia Rondônia Rondônia Rondônia Rondônia Brazil, AM: Nova Olinda do Norte, rio Madeira, Amazonas 16 Guiana Guiana Guiana Guiana Guiana Brasil: AM: Município de Silves, rio Urubu, afluente do rio Amazonas 17.1 Guiana Guiana Guiana Guiana Guiana Brasil: AM: rio Jatapú, margem esquerda, Comunidade São José do Jabote 17.2 Guiana Guiana Guiana Guiana Guiana Brasil: AM: rio Jatapú, margem direita, comunidade São João do Lago da Velha 18.1 Guiana Guiana Guiana Guiana Guiana Brazil: PA: Reserva Biológica Trombetas, rio Trombetas, margem esquerda 18.2 Guiana Guiana Guiana Guiana Guiana Brazil: PA: Floresta Nacional Saracá-Taquera, rio Trombetas River, margem direita 19.1 Rondônia Rondônia Rondônia Rondônia Rondônia Brasil: PA: Reserva Extrativista Tapajós-Arapiuns, rio Tapajós, margem esquerda 19.2 Pará Tapajós Tapajós Tapajós Pará Brasil: PA: Floresta Nacional do Tapajós, Tapajós River, margem direita 20 Pará Tapajós Tapajós Tapajós Pará Brasil: PA: Floresta Nacional do Trairão, município de Itaituba 21.1 Guiana Guiana Guiana Guiana Guiana Brasil: AP: Usina Hidrelétrica Santo Antônio do Jari, rio Jari, margem esquerda, município Larajal do Jari 21.2 Guiana Guiana Guiana Guiana Guiana Brasil: PA: Usina Hidrelétrica Santo Antônio do Jari, rio Jari, margem direita, município de Almerin

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ANEXO C

Tabela 3. Nome, sequências e referências dos primers mitocondriais e nuclear utilizados na amplificação e sequenciamento do presente estudo.

Gene Primer Primer sequence 5’ - 3’ Referências LepF1_t1 TGTAAAACGACGGCCAGTATTCAACCAATCATAAAGATATTGG VF1_t1 TGTAAAACGACGGCCAGTTCTCAACCAACCACAAAGACATTGG VF1d_t1 TGTAAAACGACGGCCAGTTCTCAACCAACCACAARGAYATYGG VF1i_t1 TGTAAAACGACGGCCAGTTCTCAACCAACCAIAAIGAIATIGG CO1 (C_VF1LFt1 – C_VR1LRt1) Ivanova et al., 2007 LepR1_t1 CAGGAAACAGCTATGACTAAACTTCTGGATGTCCAAAAAATCA VR1d_t1 CAGGAAACAGCTATGACTAGACTTCTGGGTGGCCRAARAAYCA VR1_t1 CAGGAAACAGCTATGACTAGACTTCTGGGTGGCCAAAGAATCA VR1i_t1 CAGGAAACAGCTATGACTAGACTTCTGGGTGICCIAAIAAICA M13F (-21) TGTAAAACGACGGCCAGT CO1 Messing, 1983 M13R (-27) CAGGAAACAGCTATGAC 16SA CGCCTGTTTATCAAAAACAT 16S rRNA Palumbi et al., 1991 16SB CCGGTCTGAACTCAGATCACGT PRLR_f1 GACARYGARGACCAGCAACTRATGCC PRLR Townsend et al., 2008 PRLR_r3 GACYTTGTGRACTTCYACRTAATCCAT PRLR_f1 PRLR (primers internos) Presente estudo PRLR_r3

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Figura 2. Fotografias de lagartos Plica plica de três localidades da Amazônia brasileira. A) Município de Santa Isabel do rio Negro, rio Darahá, afluente da margem direita do rio Purus, estado do Amazonas, Brasil; B) 2) Usina Hidrelétrica Jari, rio Jari, município de Laranjal do Jari, margem esquerda, estado do Amapá, Brasil; C) Reserva Biológica do Abufari, rio Purus, margem esquerda, comunidade Turiaçu, município de Tapauá, estado do Amazonas.

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Figura 3. Fotografias de lagartos Plica umbra de várias localidades da Amazônia brasileira. A) Parque Nacional Nascentes do Lago Jari, Igarapé do Jacinto, município de Tapauá, estado do Amazonas; B) Floresta Estadual Canutama, rio Paissé, município de Canutama, estado do Amazonas;

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C) Mineração Taboca, rio Pitinga, município de Presidente Figueiredo, estado do Amazonas; D) Parque Estadual Rio Negro Setor Sul, rio Cuieiras, município de Manaus, estado do Amazonas; E) UHE Usina Hidrelétrica Jari, rio Jari, município de Laranjal do Jari, estado do Amapá; F) Parque Nacional do Viruá, município de Caracaraí, estado de Roraima; G) Margem direita do rio Japurá, município de Japurá, estado do Amazonas; H) Comunidade Bela Vista, margem esquerda do rio Japurá, município de Japurá, estado do Amazonas; I) Comunidade Turiaçu, margem esquerda do rio Purus, município de Tapauá, estado do Amazonas.

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Figura 4. Árvore de máxima verossimilhança a partir das sequências de CO1 mostrando os clados das espécies de Plica analisadas no estudo.

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CONCLUSÃO GERAL

Foram inventariadas seis áreas da Amazônia brasileira localizadas no Escudo Cristalino das Guianas, Escudo do Brasileiro e Bacia Sedimentar, nos estados do Amazonas e Pará, com o intuito de entender a distribuição e composição das espécies de lagartos ocorrentes nessas áreas. A riqueza das espécies foi avaliada por meio da curva de rarefação de Mau Tao e por estimadores de riquezas não-paramétricos. Os resultados demostraram uma aproximação à riqueza das espécies de lagartos esperadas para as seis áreas inventariadas. Os inventários contribuiram para preencher uma lacuna no conhecimento da biodiversidade do grupo, fornecendo informações sobre a distribuição e a composição das espécies de lagartos encontradas nessas áreas. Para entender os fatores reponsáveis pela estruturação dessas seis comunidades, foram utilizados dados do gene citocromo oxidase c subunidade I (CO1) ou DNA barcode. Os resultados permitiram compreender os fatores estruturantes nessas comunidades. Considerando ainda a utilidade do DNA barcode como uma ferramenta eficaz e rápida para acelerar a identificação, descrição e descoberta de espécies, o gene foi utilizado para sequenciar 524 espécimens de lagartos Amazônicos, representando 10 famílias, 29 gêneros e 54 espécies nominais de lagartos de 22 localidades da Amazônia brasileira. A alta divergência intraespecífica e a delimitação em mais que uma linhagem biológica, sugere a possibilidade da existência de espécies crípticas e possivelmente espécies candidatas. Nesse caso, sugere-se investigações posteriores, com o uso da taxonomia integrativa com outros marcadores moleculares e análises morfológicas para confirmações desses taxa. Para dois taxa, as espécies Plica plica e Plica umbra, dados do DNA barcode, juntamento com outro gene mitocondrial (16S rRNA) e um gene nuclear (receptor de prolactina - PRLR) foram utilizados com o finalidade de inferir as relações filogenéticas dessas duas espécies. As linhagens encontradas para as duas espécies são em grande parte concordantes com a formação hipotética das áreas de endemismo propostas para a Amazônia brasileira. A estruturação geográfica dos clados e a delimitação destes clados como linhagens distintas sugere a possibilidade de que essas linhagens representem espécies candidatas.

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ANEXO 1

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