Idioma original: inglés AC27 Doc. 25.2 CONVENCIÓN SOBRE EL COMERCIO INTERNACIONAL DE ESPECIES AMENAZADAS DE FAUNA Y FLORA SILVESTRES ____________ Vigésimo séptima reunión del Comité de Fauna Veracruz (México), 28 de abril – 3 de mayo de 2014 Interpretación y aplicación de la Convención Comercio y conservación de especies Nomenclatura normalizada NOMENCLATURA REVISADA PARA POICEPHALUS ROBUSTUS Y CORDYLUS 1. Este documento ha sido preparado por la Autoridad Científica de Sudáfrica*. 2. El informe adjunto sobre la sistemática y filogeografía del lorito robusto (Coetzer et al.) se inscribe en el marco siguiente: a) La nomenclatura actual adoptada por la CITES para Poicephalus robustus no está actualizada. Siguiendo esta taxonomía obsoleta, el lorito robusto, especie endémica y en peligro de Sudáfrica, está siendo actualmente objeto de comercio conjuntamente con P. r. suahelicus, lo que le dificulta la acción de conservación en Sudáfrica y el control del comercio de especímenes del lorito robusto. b) Se pide al Comité de Fauna que examine la nomenclatura revisada actualmente utilizada por la Unión Internacional de Ornitólogos y BirdLife Sudáfrica y recomiende que sea adoptada para los Apéndices y las listas de referencia de la CITES. 3. La publicación adjunta de Stanley et al. (2011) se inscribe en el marco siguiente: a) Una revisión taxonómica de la familia de lagartos subsahariana Cordylidae tuvo como resultado que las especies incluidas en el Apéndice II de la CITES dentro del género Cordylus ha sido transferida a los géneros Smaug, Ninurta, Pseudocordylus, Ouroborus, Karusasaurus, Namazonorus y Hemicordylus. b) Se puede generar confusión cuando los operadores comerciales utilicen los viejos y nuevos nombres. Las especies exportadas a partir de Sudáfrica incluyen Cordylus cataphractus (ahora Ouroborus cataphractus), Cordylus cordylus, Cordylus giganteus (ahora Smaug giganteus) y Cordylus niger. c) Se pide al Comité de Fauna que examine la nomenclatura revisada y recomiende que se actualicen de la manera correspondiente los Apéndices y listas de referencia de la CITES para garantizar que Autoridades Administrativas CITES puedan supervisar adecuadamente todos los especímenes que son objeto de comercio internacional. * Las denominaciones geográficas empleadas en este documento no implican juicio alguno por parte de la Secretaría CITES o del Programa de las Naciones Unidas para el Medio Ambiente sobre la condición jurídica de ninguno de los países, zonas o territorios citados, ni respecto de la delimitación de sus fronteras o límites. La responsabilidad sobre el contenido del documento incumbe exclusivamente a su autor. AC27 Doc. 25.2 – p. 1 AC27 Doc. 25.2 Anexo 1 Informe intermedio de proyecto al Instituto Nacional de Sudáfrica para la Biodiversidad Tesis doctoral: Sistemática y filogeografía del lorito robusto (Poicephalus robustus) W.G. Coetzer, C.T. Downs, M.R. Perrin and S. Willows-Munro Escuela de Ciencias de la Vida, Universidad de KwaZulu-Natal, Pietermaritzburg Introducción El lorito robusto (Poicephalus robustus) es endémico de Sudáfrica y su presencia se limita a los bosques Afromontane del Cabo Oriental y de las provincias de KwaZulu-Natal con vestigios de poblaciones en la provincia oriental de Mpumalanga y la provincia septentrional de Limpopo en Sudáfrica (Wirminghaus 1997). La distribución histórica de estos loritos se ha reducido drásticamente, especialmente en la parte meridional de KwaZulu-Natal y a lo largo de los escarpes de Mpumalanga (Downs 2005; Symes et al. 2004; Wirminghaus et al. 2000). Durante los años 1950 se observaron grandes bandadas de loritos robustos (Symes and Downs 2002), pero las poblaciones de este loro han estado disminuyendo a lo largo del último siglo (Downs et al. 2013). Los avistamientos ahora generalmente sólo tiene lugar cuando los loros se encuentran en situación de escasez de alimentos durante la cual se agrupan en huertos agrícolas de cultivo de pacanas (Downs et al. 2013). Se han atribuido varios factores a la disminución de la población, entre los que se incluyen la pérdida de hábitat y la enfermedad del pico y las plumas de los psitaciformes (Wirminghaus et al. 1999; Wirminghaus et al. 2000). Aunque muchos autores anteriores (Clancey 1997; Perrin 2005; Wirminghaus et al. 2002), basándose en datos morfológicos, ecológicos y comportamentales, han sugerido que el lorito robusto debería ser considerado como una especie diferente, actualmente éste no ha sido reconocido por la Unión Internacional para la Conservación de la Naturaleza (UICN) como una especie diferente de P.r. suahelicus de África central y meridional. Ambos son considerados como subespecies de Poicephalus robustus. Estos dos taxa, conjuntamente con P.r. fuscicollis de África occidental pertenecen al complejo de especies Poicephalus robustus (Wirminghaus et al. 2002). Poicephalus robustus ha sido clasificada como "de menor preocupación" por la UICN. Sin embargo, el lorito robusto ha sido considerado como un taxón independiente por BirdLife Sudáfrica y reúne las condiciones para una clasificación como "en peligro". El lorito robusto ha sido incluido en el Apéndice II de la Convención sobre el Comercio Internacional de Especies Amenazadas de Fauna y Flora Silvestres (CITES) dentro del orden de los psitaciformes. Sin embargo, el control del comercio internacional del lorito robusto se ve dificultado por el hecho de que su comercio no se maneja y notifica separadamente del de P.r. suahelicus y P.r. fuscicollis. El hecho de que se reconozca como una especie independiente ayudaría al control del comercio tanto legal como ilegal y de las extracciones en el medio silvestre del lorito robusto El objetivo de este estudio es investigar las relaciones filogenéticas entre el lorito robusto (P. r. r ob us t us ) y los otros dos miembros del complejo de especies Poicephalus robustus. Se utilizó un conjunto de ocho marcadores microsatélites, que habían sido caracterizados anteriormente para el lorito robusto (Pillay et al. 2010), con el objetivo de realizar una comparación genética entre P.r. rob ustus, P.r. suahelicus y P.r. fuscicollis. Materiales y métodos Muestreo y extracción del ADN Para el análisis genético se recogieron un total de 77 muestras de las tres subespecies de P. robustus (48 de P. r. r obust us, 19 de P.r. suahelicus y 10 de P.r. fuscicollis). Estas muestras incluían tanto aves criadas en cautividad como capturadas en el medio silvestre (Tabla 1). 40 de las muestras de lorito robusto fueron entregadas por la Universidad de Ciudad del Cabo y habían sido tomadas en dos lugares del Cabo Oriental (30 en Fort Hare y 10 en King William’s Town). Otras ocho muestras de lorito robusto procedían de loros muertos en la región de Creighton en la zona de KwaZulu-Natal. Las muestras de P.r. suahelicus y P. r. fuscicollis eran todas muestras de sangre recogidas durante un estudio realizado en la Universidad de KwaZulu-Natal. También se utilizó una muestra de un ave híbrida de P. robustus x P.f. suahelicus criada en cautividad utilizando una tarjeta Whatman™ FTA™ Elute con protocolos normalizados. El espécimen híbrido fue añadido para ver si era posible identificar a un híbrido con la prueba de clasificación utilizada. Se utilizó el kit NucleoSpin® Tissue (Macherey-Nagel) para la extracción del ADN a partir de las muestras de sangre y tejidos siguiendo los protocolos del fabricante. La extracción del ADN a partir de las tarjetas FTA se AC27 Doc. 25.2 – p. 2 realizó siguiendo el protocolo del fabricante y el ADN extraído fue eluido en 30 μl de agua destilada (dH2O). Todos los ADN extraídos fueron almacenados a -20 °C. Amplificación de microsatélites y análisis Se seleccionaron ocho loci microsatélites a partir de una serie de marcadores caracterizadas anteriormente por Pillay et al. (2010). La amplificación se realizó en tres reacciones multiplex (Tabla 2). El kit KAPA2G™ Fast Multiplex PCR (KAPA Biosystems) fue utilizado en reacciones de 10 μl. Las reacciones PCR estuvieron compuestas por una mezcla de KAPA2G Fast Multiplex de 5 μl, 0.2 μM de cada iniciador, 0.8 μl de plantilla de ADN, y 3 μl de dH2O para los Multiplex 1 y 3, y 3.4 μl de dH2O para el Multiplex 2. Se utilizaron los siguientes parámetros del ciclo para la PCR: 94°C durante 4 min como paso inicial de desnaturalización, 30 ciclos a 94°C durante 15 segundos, 60°C durante 30 min, 72°C durante 30 min, con un paso final de elongación a 72°C durante 10 min y una retención a10°C. Los productos amplificados fueron enviados al Laboratorio Central de Analítica de la Universidad de Stellenbosch (Sudáfrica) para el análisis de los fragmentos. Se utilizó la aplicación informática Gene Marker® v2.4.0 (Soft Genetics) para la puntuación del genotipo. La frecuencia de alelos nulos fue determinada con la aplicación informática FreeNA (Chapuis y Estoup 2007). El análisis de la estructura de población se realizó con el programa informático Structure v2.3 (Pritchard et al. 2010). Este programa utiliza un marco bayesiano para asignar individuos a conjuntos/grupos con individuos genéticamente similares. Se seleccionó una duración de 1,000,000 réplicas de cadena Markov Monte Carlo tras una fase de prueba preliminar de 100,000 iteraciones y el número propuesto de conjuntos (K) con valores de 1 a 10. El modelo de frecuencia de alelos correlacionado fue seleccionado de manera que se pudiera detectar la ascendencia común entre las subespecies. Se seleccionó el modelo de ascendencia sin mezcla partiendo del supuesto de que cada individuo del que se tomó la muestra procedía o bien de una subespecie o de la otra. Pritchard et al. (2010) sugieren que el modelo sin mezcla es más conveniente para detectar estructuras genéticas sutiles. Se utilizó el recolector STRUCTURE (Earl 2009) para estimar el número óptimo de grupos genéticos utilizando la metodología establecida por Evanno et al. (2005). Las estimaciones de los valores FST y el número de alelos privados se calculó utilizando v3.5 (Excoffier et al.