Evaluación Genética, Química Y Farmacológica De Mimusops Coriácea TÍTULO Y SUBTÍTULO: (ADC) Miq

UNIVERSIDAD DE GUAYAQUIL FACULTAD DE CIENCIAS QUÍMICAS CARRERA EN QUÍMICA Y FARMACIA

TRABAJO DE TITULACIÓN PRESENTADO COMO REQUISITO

PREVIO PARA OPTAR AL GRADO DE QUÍMICO Y

FARMACÉUTICO.

MODALIDAD: INVESTIGACIÓN

TEMA:

Evaluación genética, química y farmacológica de

Mimusops coriácea (ADC) Miq.

AUTORES:

Loor Moreira Emanuel Sebastián

Rendón Plúas Lady Liliana

TUTOR:

Q.F. Katherine Bustamante Pesantes Mg.

GUAYAQUIL - ECUADOR

2019 – 2020 CI i i FACULTAD DE CIENCIAS QUÍMICAS CARRERA QUÍMICA Y FARMACIA

UNIDAD DE TITULACIÓN

FICHA DE REGISTRO DE TESIS/TRABAJO DE GRADUACIÓN Evaluación genética, química y farmacológica de Mimusops coriácea TÍTULO Y SUBTÍTULO: (ADC) Miq.

AUTOR (ES) Loor Moreira Emanuel Sebastián (Apellidos/Nombres): Rendón Plúas Lady Liliana DOCENTE TUTOR Y TUTOR: Katherine Elizabeth Bustamante Pesantes DOCENTE REVISOR REVISOR: Alexandra Jenny López Barrera (Apellidos/Nombres): INSTITUCIÓN: UNIVERSIDAD DE GUAYAQUIL UNIDAD/FACULTAD: CIENCIAS QUÍMICAS MAESTRÍA/ESPECIALIDAD: GRADO OBTENIDO: QUÍMICO Y FARMACÉUTICO FECHA DE PUBLICACIÓN: Sept/2019 No. DE PÁGINAS: 89 ÁREAS TEMÁTICAS: Ciencia y Tecnología Farmacéutica PALABRAS CLAVES/ KEYWORDS: genotipo, taxonomía, extractos, hojas, corteza, fruto.

RESUMEN/ABSTRACT (150-250 palabras): La familia Sapotácea, perteneci ente a las fanerógamas contempla decenas de géneros entre los que destaca Mimusops con varias especies identificadas por su genotipo. Se caracterizaron genéticamente las hojas, y los frutos fueron sometidos a est udio químico y farmacológico junto a la corteza por métodos FRAP, DPPH, (ABTS●+). Se determinó la es pecie genéticamente logrando clasificar su taxonomía como Mimusops coriácea ADC Miq. con asertividad en u n 99%, se mostró mediante tablas la composición química de corteza, pulpa y semilla del fruto en sus dos e stados de maduración por extractos hexánicos e hidroalcohólicos sometidos a cromatografía de gases acopla do a masas (GC-MS), destacando principalmente compuestos triterpenicas y ácidos grasos, a su vez, la acti vidad farmacológica se analizó partiendo de la maceración de hojas y corteza obteniendo extractos que most raron alta acción antioxidante frente a los estándares utilizados. Se definieron marcadas diferencias de abund ancia en la composición química de corteza, pulpa y semilla en estado verde y maduro. ADJUNTO PDF: X SI NO Teléfono: E-mail: CONTACTO CON AUTOR/ES: 0997529241 [email protected] 0967205761 [email protected] Nombre: FACULTAD DE CIENCIAS QUÍMICAS CONTACTO CON LA Teléfono: (04) 2293680 INSTITUCIÓN: E-mail: : www.fcq.ug.edu.ec

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AGRADECIMIENTO Emanuel Sebastián Loor Moreira

Primero a Dios por ser mi guía y haberme ayudado durante estos años de estudios, el sacrifico fue grande, pero Él me dio la fuerza necesaria para continuar y así poder cumplir este gran sueño. A Padre Alberto Ferri por su intercesión ante Jesús en quien puse toda mi confianza para que me ayude a terminar con satisfacción mi carrera universitaria y así poder cumplir la meta de ser un profesional. A mis padres Amada y Wilfrido por el apoyo incondicional dentro de mi vida estudiantil por no soltarme y permitir demostrar mis capacidades a pesar de las adversidades que se presentaron en el camino. A mis abuelitos Pablo y Rosita que ya no me acompañan, pero sé que desde el cielo ven como, perseguí y logré la meta propuesta como ellos tanto querían. A mis tíos Mercedes y Benito que me acogieron como un hijo más y brindarme un hogar para poder estudiar. A mis tíos Betty e Ítalo que me brindaron su apoyo incondicional y sus consejos en esta meta propuesta. Mis amigas Helen y Daniela que muchas veces me brindaron un lugar donde dormir cuando el tiempo lo ameritaba, no me soltaron siempre me apoyaron e hicieron más corta y amena la vida dentro de las aulas. De Manera Especial a mi tutora y amiga Katherine Bustamante por su ayuda incondicional en este proceso de elaboración de tesis y demostrarme que con esfuerzo y dedicación se puede llegar lejos. A mí estimada Dra. Migdalia Miranda por las enseñanzas, siempre profesional en su labor docente; su dedicación y esfuerzo complementaron de gran manera nuestro trabajo. Por toda la consideración a la Dra. María Fernanda Vélez, mi madre putativa, siempre buscando verme surgir como un gran profesional. A mí Amiga, compañera y confidente de tesis Lady Rendón, gracias por soportar mis retrasos y enojos durante este proceso duro lleno de muchas anécdotas que algún dia recordaremos. ¨Siempre que sea posible, un chico debería elegir una ocupación que haría incluso si no necesitase el dinero¨ William Lyon Phelps. xiii

AGRADECIMIENTO

Lady Liliana Rendón Plúas

Agradezco principalmente a Dios por bendecirme día a día en la vida y guiarme a lo largo de mi vida universitaria, ser el apoyo e inspirador, dándome fuerzas para culminar el proceso estudiantil. A mis padres Jorge Rendón y Joisy Plúas por ser el pilar fundamental, que con esfuerzo y apoyo me ayudaron a culminar mi carrera universitaria pese a los inconvenientes que se presentaron en el trayecto de la carrera. A mis hermanas Shirley, Rosaura y Scarleth que me ayudaron en todo momento para lograr mis objetivos propuestos y pueda terminar mis estudios universitarios. Así mismo agradezco a mi tutora, la Dra. Katherine Bustamante ya que sin ella no hubiera sido posible la elaboración y culminación de la tesis, quien con paciencia nos guio con sus conocimientos y nos brindó una mano amiga en todo momento. De igual forma, a la Dra. Migdalia Miranda, colaboradora durante este proceso, quien gracias a sus consejos, direcciones, conocimientos y correcciones colaboro en el desarrollo de este trabajo. A los profesores que me han visto crecer como persona y me han trasmitido todos sus conocimientos profesionales. A mis amigo(a)s, quienes a lo largo de la carrera universitaria me apoyaron cuando más lo necesitaba, dándome la mano en los momentos difíciles y por las experiencias compartidas en el transcurso de los años. Finalmente agradecerle a mi amigo y compañero de tesis Emanuel Loor por el tiempo compartido del cual salieron muchas anécdotas y por aguantar mis cambios de humor, apoyándonos mutuamente en todo momento.

“La motivación es lo que te pone en marcha, el hábito es lo que hace que sigas”. Jim Ryun.

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ÍNDICE DE CONTENIDO

RESUMEN ...... xx ABSTRACT ...... xxi INTRODUCCIÓN ...... 1 CAPÍTULO I. PROBLEMA ...... 3 I.1 Planteamiento del problema ...... 3 I.2 Problema ...... 3 I.3 Justificación e importancia ...... 3 I.4 Hipótesis ...... 4 I.5 Objetivos ...... 4 I.5.1 Objetivo general ...... 4 I.5.2 Objetivos específicos ...... 4 I.6 Operacionalización de las Variables ...... 5 CAPÍTULO II. MARCO TEÓRICO ...... 6 II.1 Familia Sapotácea ...... 6 II.1.1 Género Mimusops ...... 6 II.1.1.1 Distribución Geográfica...... 7 II.1.1.2 Hábitat ...... 7 II.1.1.3 Composición Química ...... 7 II.1.1.4 Actividad farmacológica ...... 8 II.1.2 Mimusops elengi, Generalidades...... 9 II.1.2.1 Características macroscópicas de Mimusops elengi...... 10 II.1.3 Mimusops coriácea (ADC) Miq...... 13 II.2 Antecedentes sobre el género ...... 13 CAPÍTULO III. MARCO METODOLÓGICO ...... 17 III.1 Tipo de investigación ...... 17 III.2 Caracterización genética de la especie ...... 17 III.3 Cuantificación de componentes fenólicos en hojas y corteza ...... 18 III.3.1 Cuantificación de flavonoides totales ...... 19 III.3.2 Análisis Estadístico ...... 20 III.4 Determinación de actividad antioxidante de los extractos en hojas y corteza ...... 20 III.4.1 Método de FRAP (capacidad ferro-reductora)...... 21 III.4.2 Método del radical 2,2-difenil-1-picrilhidrazilo (DPPH) ...... 22 III.4.3 Ensayo del ABTS●+ (ácido 2,2’-azino-bis (3-etilbenzotiazolina)-6-sulfónico) ...... 23 xv

III.5 Caracterización de compuestos en hojas y corteza ...... 24 III.5.1 Extracción sucesiva de compuestos ...... 24 III.5.2 Análisis Cromatográfico ...... 25 CAPÍTULO IV: RESULTADOS Y DISCUSIONES ...... 26 IV.1 Caracterización genética de la especie...... 26 IV.1.1 Árbol filogenético para comparación de la muestra y especies del género Mimusops...... 26 IV.2 Fenoles totales ...... 28 IV. 2.1 Flavonoides...... 29 IV.3 Actividad antioxidante ...... 30 IV.3.1 Actividad antioxidante por el método de FRAP (capacidad ferro-reductora) ...... 31 IV.3.2 Capacidad secuestradora del radical 2,2-difenil-1-picrilhidrazilo (DPPH) .. 33 IV.3.3 Ensayo del ABTS●+ (ácido 2,2’-azino-bis (3-etilbenzotiazolina)-6-sulfónico) ...... 35 IV.4 Caracterización de extractos hojas y corteza...... 37 IV.4.1 Caracterización de los extractos en hojas ...... 37 IV.4.1.1 Caracterización de extracto Diclorometano ...... 37 IV.4.1.2 Caracterización de extracto Acetato de Etilo ...... 41 IV.4.1.3 Caracterización de extracto Alcohólico ...... 43 IV.4.2 Caracterización de los extractos en corteza ...... 45 IV.4.2.1 Caracterización de extracto Diclorometano ...... 45 IV.4.2.2 Caracterización de extracto Acetato de Etilo ...... 47 IV.4.2.3 Caracterización de extracto Alcohólico ...... 49 CONCLUSIONES ...... 51 RECOMENDACIONES ...... 52 BIBLIOGRAFÍA ...... 53 GLOSARIO ...... 63 ANEXOS ...... 65

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ÍNDICE DE TABLAS

Tabla I. Composición Química de las principales especies de Mimusops. 8 Tabla II. Actividad farmacológica de las principales especies de Mimusops...... 9 Tabla III. Triterpenoides de M. elengi ...... 11 Tabla IV. Polifenoles de M. elengi ...... 12 Tabla V. Fenoles y Flavonoides de M. elengi ...... 12 Tabla VI. Esteroles de M. elengi ...... 13 Tabla VII. Datos de la muestra a analizar ...... 17 Tabla VIII. Resultado del análisis bioinformático (BLAST) ...... 26 Tabla IX. Contenido de fenoles totales en los extractos de Mimusops coriácea (ADC) Miq...... 29 Tabla X. Contenido de flavonoides totales en los extractos de Mimusops coriácea (ADC) Miq...... 30 Tabla XI. Actividad ferro-reductora de los extractos de M. coriácea (ADC) Miq...... 32 Tabla XII. Capacidad secuestradora de DPPH de los extractos de M. coriácea (ADC) Miq. y las sustancias de referencias ...... 34 Tabla XIII. Capacidad secuestradora del radical ABTS●+ de los extractos de M. coriácea (ADC) Miq. y la sustancia de referencia ...... 36 Tabla XIV. EXTRACTO DICLOROMETANO DE HOJAS Mimusops Coriácea (ADC) Miq...... 39 Tabla XV. EXTRACTO ACETADO DE ETILO DE HOJAS Mimusops Coriácea (ADC) Miq...... 42 Tabla XVI. EXTRACTO ALCOHÓLICO DE HOJAS Mimusops Coriácea (ADC) Miq...... 44 Tabla XVII. EXTRACTO DICLOROMETANO DE CORTEZA Mimusops Coriácea (ADC) Miq...... 46 Tabla XVIII. EXTRACTO ACETATO DE ETILO CORTEZA Mimusops Coriácea (ADC) Miq...... 48 Tabla XIX. EXTRACTO ALCOHÓLICO DE CORTEZA Mimusops Coriácea (ADC) Miq...... 50

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ÍNDICE DE FIGURAS

Figura 1. Esquema del tratamiento de muestra para análisis por CG-EM. 24 Figura 2. Análisis molecular filogenético de especies vegetales del género Mimusops (CIBE, 2019) ...... 27 Figura 3. Curva de calibrado del ácido gálico para la determinación de fenoles totales en Mimusops coriácea (ADC) Miq...... 28 Figura 4. Curva de calibrado de la quercetina para la determinación de flavonoides totales de Mimusops coriácea (ADC) Miq...... 30 Figura 5. Curvas de calibración del ácido ascórbico y el FeSO4 para la determinación de la capacidad antioxidante por FRAP ...... 31 Figura 6. Actividad antioxidante por FRAP de los extractos de M. coriácea (ADC) Miq ...... 33 Figura 7. Comportamiento de la capacidad secuestradora del radical DPPH de los extractos de M. coriácea (ADC) Miq. y las sustancias de referencias...... 33 Figura 8. Comportamiento de la capacidad secuestradora del radical ABTS de los extractos de M. coriácea (ADC) Miq. y las sustancias de referencia ...... 35 Figura 9. Cromatogramas gaseosos analíticos de extractos Diclorometano de hojas M. coriácea ADC Miq...... 37 Figura 10. Estructuras de compuestos identificados en extracto diclorometano hojas...... 40 Figura 11. Cromatogramas gaseosos analíticos de extracto Acetato de etilo de hojas M. coriácea ADC Miq ...... 41 Figura 12. Cromatogramas gaseosos analíticos de extracto Alcohólico de hojas M. coriácea ADC Miq ...... 43 Figura 13. Alfa Amirina ...... 43 Figura 14. Estructuras de compuestos identificados en extracto alcohólico hojas...... 44 Figura 15. Cromatogramas gaseosos analíticos de extracto Diclorometano de corteza M. coriácea ADC Miq ...... 45 Figura 16. Cromatogramas gaseosos analíticos de extracto Acetato de etilo de corteza M. coriácea ADC Miq ...... 47 xviii

Figura 17 Cromatogramas gaseosos analíticos de extracto Alcohólico de corteza M. coriácea ADC Miq ...... 49

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ÍNDICE DE ANEXOS

Anexo 1. Tratamiento de la muestra ...... 65 Anexo 2. Espécimen pesado para extracción de grasas ...... 65 Anexo 3. Proceso de extracción por soxhlet y rotaevaporación ...... 65 Anexo 4. Medición del rendimiento de grasas extraídas por soxhlet ...... 66 Anexo 5. Proceso de Maceración diclorometano, acetato de etilo y alcohólica ...... 66 Anexo 6. Proceso de filtración extractos ...... 67

RESUMEN

xxi

ABSTRACT

INTRODUCCIÓN

Sapotácea, familia que comprende 58 géneros con registro de más o menos 1200 especies, conformado principalmente por árboles de bosques tropicales, que abarcan desde el sur de los Estados Unidos hasta Chile. (Pennington como se citó en Villegas y col., 2016). Algunos géneros de dicha familia producen frutos que son comestibles como Manilkara y Pouteria (Baky y col., 2016).

Mimusops como género declara manifiesta alrededor de 136 especies, pero con solo 45 aceptadas (Gutiérrez, 2018), de las cuales se encuentran ubicadas en regiones tropicales y subtropicales; Mimusops laurifolia Forsk, Mimusops elengi Linn, y Mimusops schimperi A. Rich., (Rathinamala y col., 2017). También se dispersan en los bosques subtropicales de Asia cierta diversidad del género, con hasta 60 metros de altura (Costa y Plumed, 2016).

Dicho genero se encuentra ampliamente distribuido, teniendo una abundancia más alta al Sur de África, seguido de Australia y Madagascar, donde es empleado por diferentes grupos étnicos (WCSP, 2017).

Externamente la corteza presenta color marrón o gris claro con hendiduras marcadas en forma de placas, en su interior es rojiza con presencia de abundante latex. Las hojas son comunes en forma alternada elípticas con longitud entre 5 – 16 cm con color verde intenso. Florece una vez al año, en forma de estrellas agrupadas o solas madurando a partir de las 8 semanas (Camacho como se citó en Gutiérrez, 2018).

Se ha descrito que las hojas y fruto contienen glucósidos aromáticos, elengiósidos A y B (Morikawa y col., 2018), con actividad inhibidora de hialuronidasa.

En el Ecuador son pocas las investigaciones efectuadas en especies de este género, a pesar de que su uso etnobotánico es muy amplio, debido a que en las especies se encuentran moléculas con diversidad de propiedades farmacológicas. Es por esa razón que este trabajo da un avance científico, en la evaluación genética, química y farmacológica de una especie del género Mimusops.

CAPÍTULO I. PROBLEMA

I.1 Planteamiento del problema

Las plantas medicinales presentan importancia debido a su uso tradicional para combatir algunas patologías, teniendo en cuenta estos antecedentes es que surge la interrogante de si los órganos vegetales de Mimusops coriácea (ADC) Miq. que crece en el Ecuador contienen componentes activos con propiedades farmacológicas, para con ello corroborar su uso tradicional.

I.2 Problema

¿Presentará Mimusops coriácea (ADC) Miq. que crece en el Ecuador componentes activos con propiedades farmacológicas?

I.3 Justificación e importancia

Muchas especies de la familia Sapotácea producen fruta comestible, y/o presentan otros usos económicos. Es común encontrar algunos basónimos, que tienden a confundir diversas especies, sobre todo entre los géneros Manilkara y Mimusops. Debido a que es un factor importante para el desarrollo de una investigación científica conocer la especie investigada, se hace necesario su caracterización genética para establecer la real identidad.

Además, otro propósito fundamental es confirmar las propiedades farmacognósticas y químicas, así como alguna de las actividades farmacológicas atribuidas por la medicina tradicional.

I.4 Hipótesis

Mimusops coriácea (ADC) Miq que crece en Ecuador, contiene compuestos químicos con propiedades farmacológicas.

Teniendo en cuenta estos antecedentes es que en este trabajo se proponen como objetivos:

I.5 Objetivos

I.5.1 Objetivo general

 Evaluar en la especie Mimusops coriácea (ADC) Miq. sus características genéticas, químicas y farmacológicas.

I.5.2 Objetivos específicos

 Realizar la caracterización genética de la especie  Cuantificar los componentes fenólicos de hojas y corteza  Determinar la actividad antioxidante de los extractos de hojas y corteza  Caracterizar los compuestos presentes en las hojas y cortezas

I.6 Operacionalización de las Variables

Tipo Variable Conceptualización Indicador Características Perfil Genético Marcadores ITS 1 y 2 genéticas Características Perfil cromatográfico Picos cromatográficos Dependientes químicas

Características Contenido de Flavonoides Perfil antioxidante farmacológicas Actividad antioxidante

Nombre del Género Independiente Tipo de muestra Hojas, Corteza y Frutos Nombre de la especie

Fuentes: Autores

CAPÍTULO II. MARCO TEÓRICO

II.1 Familia Sapotácea

La familia Sapotácea comprende 58 géneros de los cuales, son más importantes económicamente Pouteria, Chrysopyllum y Manilkara (Da Silva y Do Santos, 2017). En los bosques húmedos se encuentran los géneros Argania y Sideroxylon, (Carranza, 2005); están formados por árboles y arbustos de los bosques pantropicales, localizados desde el sur de los Estados Unidos hasta Chile. (Pennington como se citó en Villegas, y col., 2016). Varias especies producen frutos comestibles entre las cuales las más destacadas son Manilkara (Sapodilla, sapota), Chrysophyllum, (cainito) y Pouteria (Baky y col., 2016).

Una de las peculiaridades que tienen para distinguirse, son sus estructuras glandulares llamadas laticíferos que secretan un látex blanco, lechoso y viscoso, además presentan tricomas castaños y bifurcados. (Da Silva y Do Santos, 2017).Son hojas simples, espiraladas o dísticas, sus flores pueden estar agrupadas o separadas y son unisexual o bisexual (Flores, 2017). Poseen propiedades farmacológicas como antivirales, anti fúngica, antibacteriana, antiinflamatoria, depresora, entre otras. También poseen sustancias comunes como triterpenos, flavonoides, alcaloides, naftoquinonas, fenilpropanoides y bencenoides. (Santos y col., 2015).

II.1.1 Género Mimusops

Las especies género Mimusops que están mayormente distribuidas en las regiones tropicales y subtropicales son M. laurifolia Forsk, M. elengi Linn. y M. schimperi A. Rich., (Rathinamala y col., 2017). Una variedad de estas especies se encuentran en los bosques subtropicales de Asia y oscilan en los 60 metros de altura. (Costa y Plumed, 2016).

II.1.1.1 Distribución Geográfica

El género Mimusops se encuentra ampliamente distribuido, dando una abundancia de este género más alta al Sur de África, seguido de Australia y Madagascar, existen también estas especies en otros lugares, pero su concurrencia no es tan elevada como en los casos anteriores, como Benín, Indonesia, República Unida de Tanzania, Brasil, Etiopía, Nueva Caledonia, Estados Unidos de América, entre otros (WCSP, 2017).

II.1.1.2 Hábitat

Según Sinasson y col., (2017) las especies del género Mimusops, son diferentes en cuestión del hábitat, como por ejemplo M. andongensis crece en los bosques húmedos, ribereños y manglares sobre todo en las partes densas con peculiaridad de suelos arcillosos e inundados, sin embargo M. kummel no solo crece cerca del agua, es decir en zonas húmedas sino también en las partes densas de los bosques de tierras bajas, también se encuentran en otros tipos de hábitat como sabanas y bosques arbolados.

II.1.1.3 Composición Química

Existe una gran diversidad de componentes químicos en las especies del género Mimusops entre los cuales los más importantes se encuentran clasificados en la Tabla I.

Tabla I. Composición Química de las principales especies de Mimusops.

Especie Composición Referencia Química En el fruto se encontró que contiene 6.9% de proteína, 1.7% Mimusops caffra Aceite y 2,7% de (Mngadi y col., 2017). carbohidratos. Las frutas y semillas Mimusops manilkara contienen quercetina, dihidroquercetina (Baky y col., 2016).

En diferentes partes se encuentran esteroles, taninos, saponinas, lípidos Mimusops hexandra insaponificables, triterpenos. (Mishra y col., 2014) Alcoholes, terpenoides y compuestos fenólicos como el ácido gálico, myrecetin, y quercetina etc. Contiene sesquiterpenolactonas, Mimusops kummel flavonoides, alcaloides y (Molla y col., 2017). saponinas

Acetato de β-amirina (Schlickmann y col., Mimusops balata y Acetato de lupeol 2015)

Fuentes: Autores

II.1.1.4 Actividad farmacológica

Las especies del género Mimusops poseen principios activos con una gran variedad de propiedades farmacológicas que son aprovechadas para el uso terapéutico en el ser humano. Entre las especies más importantes existe una diversidad de actividades farmacológicas que son mencionadas en la Tabla II.

Tabla II. Actividad farmacológica de las principales especies de Mimusops. Especie Actividad Referencia antiinflamatoria, antidiabética, antioxidante, antiulcerosa, antimicrobiana, Mimusops elengi antihiperlipidémico (Baky y col., 2016) antiinflamatorias, antiulceros, antidiabéticos,antibacterianos Mimusops y radicales libres como hexandra actividad de barrido etc. (Mishra y col., 2014)

corteza como un emético, (Chivandi y col., hojas contienen actividad 2016) Mimusops caffra antiplasmodial Los extractos poseen (Molla y col., 2017). actividad antimicrobiana, Mimusops antibacterianos y kummel antiparasitarios Mimusops balata Tiene actividad (Schlickmann y col., gastroprotectora 2015) Fuentes: Autores

II.1.2 Mimusops elengi, Generalidades.

Mimusops elengi (comúnmente conocido como Bakul) (Majumdar y col., 2015), es considerada una planta sagrada por los hindúes y ocupa un lugar importante en los textos religiosos, así como en la antigua literatura sánscrita (Morikawa, y col., 2017).

Se ha mencionado en todas las escrituras antiguas de Ayurveda que se ha utilizado con fines medicinales desde hace siglos. En el Ayurveda es una forma de medicina tradicional, casi todas las partes morfológicas de esta planta se utilizan para el tratamiento de una amplia gama de trastornos corporales Los poderes de M. elengi ejercen un efecto de enfriamiento y astringente en los intestinos y se reporta que poseen actividades inmunomoduladoras,

hepatoprotectoras, analgésicas, antiasmáticas y curativas de heridas (Morikawa y col., 2017).

El tabaco hecho con las flores secas de M. elengi es útil para tratar la fiebre alta, el dolor de cabeza y los dolores corporales. El relleno de la almohada hecha de flores secas induce la descarga nasal y alivia el dolor de cabeza (Morikawa y col., 2017). La corteza se utiliza como tónico, febrífugo, astringente, gárgaras para la odontopatía, ulitis y ulemorragia (Majumdar y col, 2015).

II.1.2.1 Características macroscópicas de Mimusops elengi.

Es un árbol que puede llegar a tener grandes dimensiones, hasta 20 metros de altura por 1 metro en su radio, con corteza gruesa y dura color oscuro o grisáceo con un corazón de madera rojo intenso. Las ramas que desprende del tronco son rectas y extendidas con dosel grueso (Manjeshwar y col., 2011).

Sus hojas destacan por su longitud entre 5 – 16 cm y ancho de 3 – 7 cm, color verde intenso, estrechas con forma ovalada. Florece una vez al año, en forma de estrellas agrupadas o solas color amarillo pálido o blanco con brotes vellosos, para así convertirse en frutos después de 8 a 10 semanas del florecimiento con forma ovoide entre 2 - 2,5 cm de largo color verde tornándose amarillo, luego naranja, hasta llegar al rojo que indica su maduración (Manjeshwar y col., 2011).

II.1.2.2 Actividad Farmacológico

Una de las especies con mayor información sobre su composición química es Mimusops elengi, tal como se muestra en las tablas III, IV, V, IV.

Tabla III. Triterpenoides de M. elengi Triterpenoides Compuesto Matriz Referencia Químico 2fl, 3fl, 23-trihydroxy- 28-noroleana-5,12- (Sen y col., 1995) dien-16-one 3fl, 23- dihydroxyoleana- (Sen y col., 1995) 5, 12-dien-16-one (Misra y Mitra 1967; Misra G. y Mitra R, Semillas Lupeol 1968; Misra y col., 1974) Ácido Ursólico (Misra y Mitra, 1967) Saponinas: mimusopsides A y B, (Boonyuen y col., 2009; mimusopin, Lavaud y col., 1996) mimusopsin (Misra y Mitra 1967; Misra G. y Mitra R, Hederagenina Corteza 1968; Misra y col., 1974) β-amirina (Jahan y col., 1995) (Misra G. and Mitra R, Taraxerol 1968; Misra y col, 1974) (Misra y Mitra 1967; Hojas, Misra G. y Mitra R, Lupeol Corteza, 1968; Misra y col., Raíz 1974) Saponinas: mimusin, (Boonyuen y col., 2009; Mi-saponina A y 16a- Lavaud y col., 1996) hidroxi Mi-saponina A Fuentes: Autores

Tabla IV. Polifenoles de M. elengi Polifenoles Matriz Compuestos Químicos Bibliografía ácido protocatéquico ácido clorogénico (Nagakannan y col., Flores ácido cafeico 2012) rutin luteolin-7-O-glucósido galocatequina Hojas (Suedee y col., 2014) epigalocatequina Fuentes: Autores

Tabla V. Fenoles y Flavonoides de M. elengi Compuestos Fenólicos y Flavonoides Matriz Compuesto Químico Bibliografía bencil-β-d-glucopiranosido Gastrodina 4-metoxibencilo β-d- glucopiranosido bencilo β-dglucopyranosyl- (1 → 6) -β-d- glucopyranoside 2-feniletil β-d- glucopiranosido (Kawahara y col., 2005; Wu y col., viridosido 2011; Tamayo., Flores 2-feniletil β- 2013; Shimoda y dglucopyranosyl- ( col., 2006) 1 → 2) -β-d-glucopiranósido 2-feniletil β-d- glucopiranosil- (1 → 6) -β- dglucopyranoside diglicósido de chavicol colofonia Vimalin 2'-O-β-d-glucosilrosina elengiósidos A (Morikawa y col., elengiósidos B 2018) (Misra y Mitra, Quercitol Fruto y 1967) semillas Quercetina (Misra y col., 1974) Fuentes: Autores

Tabla VI. Esteroles de M. elengi Esteroles Compuestos Matriz Bibliografía Químicos β-D-glucósido de β- Fruto y sitosterol (Misra y Mitra, 1967) semillas α-Espinasterol Fuentes: Autores

II.1.3 Mimusops coriácea (ADC) Miq.

Proveniente de la familia Sapotáceae, nativa de Madagascar y las Islas Comoro (Laurent y col., 2012), es un árbol exótico que crece espontáneamente o cultivable al sur de Brasil. (Guimarães y col., 2003). Popular por sus frutos comestibles que tienen varias semillas, su flor contiene 2 ciclos alternos con 4 sépalos, 8 lóbulos, 8 estambres y 8 estaminodos. (Laurent y col., 2012). Esta planta se encuentra fácilmente en la costa brasileña. La fruta conocida como albaricoque tiene aproximadamente 5 cm de diámetro y es rica en vitaminas y minerales. De (López y col., 2018). En Ecuador se desconoce su abundancia y existe poca información química y farmacológica.

II.2 Antecedentes sobre el género

El estudio del extracto metanólico de la corteza realizado para M. elengi por Shahwar y Asam, (2012), arrojó como resultado que la gran capacidad antioxidante de este extracto se debe a su alto contenido en compuestos fenólicos atribuido a la madurez de la planta.

Suedee y col., (2014), indicaron que los polifenoles galocatequina y epigalocatequina del extracto etanólico presentan un potencial efecto antioxidante, contra el Virus de inmunodeficiencia adquirida (VIH), siendo

satisfactorio para el desarrollo de nuevos fármacos antivirales. Así como también reportan Kiran y col., (2014), que el extracto utilizado como agente reductor y las nanopartículas de Ag como antioxidante en concentraciones adecuadas supera los 5 meses de estabilidad, debido a composición del concentrado metanólico de M. elengi.

En el mismo año Kiran y col., (2014), determinaron el poder antimicrobiano que contiene el extracto acuoso de esta especie, utilizando nanopartículas de plata contra bacterias Gram positivas y Gram negativas. Tal como muestra el estudio realizado en la India por Sircar y Mandal, (2016), la actividad antimicrobiana del extracto de M. elengi se ve potenciada al unirse con ciertos antibióticos aumentando la sinergia y contrarrestando el efecto patogénico de varios microorganismos en cepas conocidas.

Según los estudios realizados por Ganesh y col., (2014), reflejan que los extracto metanólico de hojas y corteza de esta especie presenta potencial citotóxico contra las células presentes en el cáncer cervical humano (CCH), con un aumento del efecto apoptótico de 0,24% a un 60-69%, sugiriendo que los compuestos de dicha especie podrían ser útiles para prevenir y tratar este tipo de cáncer presente en mujeres.

Así mismo Kumar y col., (2015), en su estudio realizado a ratones genéticamente modificados y tratados con extracto alcohólico de la corteza de M. elengi, mostró, que al controlar las concentraciones entre 100 y 200 mg por kg de peso hay una reducción de tamaño y peso de la masa tumoral en comparación al blanco utilizado, siendo el tratamiento más efectivo para futuras investigaciones.

En el estudio realizado por Schlickmann., y col., (2015), analizando los extractos metanólicos de los frutos comestibles de Mimusops balata para identificar un compuesto antiulceroso gástrico, encontró que las lesiones

gástricas inducidas por HCl / etanol en ratones mejoraron significativamente con extracto metanólico de semilla, pero no con extracto metanólico de cáscara o pulpa, en comparación con el grupo de vehículos. En conjunto, estos resultados por métodos espectroscópicos evidenciaron el potencial gastroprotector de las frutas de M. balata demostrando que dicho efecto es exclusivo de las semillas.

Al año siguiente se dio a conocer que la actividad espermática disminuye al aumentar la concentración del extracto acuoso de M. elengi, debido al efecto supresor de este tratamiento, viéndose afectado el tamaño testicular tal como reportan Singh y Singh (2016), en el estudio realizado en ratones machos, donde la actividad espermática fue recuperada después de retirar el tratamiento.

En ese año Chivandi y col., (2016), evaluaron el potencial de la semilla de M. caffra como fuente de nutrientes y materias primas de la industria casera mediante la determinación de la composición proximal, mineral, de fibra y de aminoácidos de la semilla y el perfil de ácidos grasos del aceite de semilla. Las semillas de M. caffra son altas en calcio y energía. A nivel comunitario, el potencial de semilla de M. caffra como ingrediente dietético para alimentos y alimentos y el potencial del aceite de semilla como suplemento dietético deben investigarse.

Pingili y col., (2016), evaluaron la actividad antiartrítica in vitro de extractos metanólicas e hidroalcohólicas de las hojas de M. hexandra (Roxb.) Dubard. Este estudio reveló la actividad antiartrítica in vitro de extractos; a la presencia de flavonoides, esteroles y los polifenoles que se informa que están presentes en la hoja de la especie, puede atribuirse a la actividad antiartrítica.

Luego Molla y col., (2017), realizaron estudios en M. kummel para el tratamiento de la diarrea. Dicho estudio tuvo como objetivo investigar el modo

de acción de estos frutos para guiar el futuro proceso de desarrollo de fármacos. Las actividades antidiarreicas y los modos de acción se investigaron en ratones. Los resultados se obtuvieron en 3 modelos que fueron diarrea inducida con aceite de ricino, harina de carbón y Enteropooling test. Este estudio demostró que el extracto y las fracciones de disolventes produjeron actividades antidiarreicas debido al doble efecto inhibitorio, la motilidad intestinal y la secreción de líquidos, siendo la fracción acuosa la más activa entre las fracciones en tres modelos.

En el estudio realizado por Mngadi y col., (2017), sobre M. caffra, se destaca la distribución de elementos esenciales y tóxicos en el suelo y los frutos de las especies de plantas indígenas. El estudio indica que los frutos de estas especies de plantas indígenas son principal fuente de elementos esenciales con bajos niveles de elementos potencialmente tóxicos (Pb, As y Cd), lo que hace que la planta sea una buena fuente de alimentos indígenas, especialmente para las comunidades vulnerables que necesitan seguridad alimentaria.

CAPÍTULO III. MARCO METODOLÓGICO

La investigación que se aborda es tipo experimental de laboratorio, del cual se realiza procedimientos específicos de experimentación. El desarrollo de esta metodología de investigación se ubica en el Laboratorio de Productos Naturales de la Facultad de Ciencias Químicas en la Universidad de Guayaquil.

III.1 Tipo de investigación

La investigación del presente trabajo de titulación es de tipo Descriptiva y exploratoria

III.2 Caracterización genética de la especie

Tabla VII. Datos de la muestra a analizar

Detalles de la muestra

Nombre: Muestra de especie Tipo de muestra: Hojas vegetal

Número de muestra: 1 Empaque: n/a Fuentes: Autores

Para realizar el análisis molecular de la muestra vegetal se utilizaron los marcadores ITS 1 y 2 que amplifican el ADN nuclear (Li F-W y col, 2011) (Hollingsworth, 2009).

 Se realizó un análisis bio informatico usando el banco de genes del NCBI (BLAST) con las secuencias de los marcadores moleculares ITS 1 y 2 para evidenciar el género de la especie.

 Según Triono (2007), Chen y col (2010) y Gu y col (2013) en sus estudios demostraron que los marcadores ITS son informativos y eficientes para inferir en la filogenia de especies vegetales. Para esto se

realizó un análisis filogenético con el método “Maximum Likelihood” y las secuencias del resultado del BLAST lo cual indicará el género y la especie de la muestra.

III.3 Cuantificación de componentes fenólicos en hojas y corteza

La determinación de componentes fenólicos en hojas y corteza se realizó por el método de Folin-Ciocalteu (Pourmorad y col., 2006; Memnune y col., 2009; Chlopicka, 2012).

Muestras y soluciones

 Extractos hidroalcohólicos de hoja y corteza de Mimusops coriácea (ADC) Miq.  Sustancia de referencia: fue obtenida mediante concentraciones 10, 20, 30, 40 y 50 mg/100 ml de ácido gálico, se elaboró una curva de calibrado para comparar las absorbancias contra concentración de dicho patrón y partiendo de ella se comprobó la concentración de fenoles en el extracto mediante la expresión de mg/ml.  Solución diluida de Folin-Ciocalteu: se obtuvo con la dilución de 10 en 100, tomando 10 ml del reactivo Folin-Ciocalteu y diluyéndolo en 100 ml con agua destilada.  Solución de carbonato de sodio 7,5 %: La solución se realizó pesando

75 g de Na2CO3 anhidro y se disolvió en 1000 ml de agua destilada.

Procedimiento

 En tubos de ensayos de 50 ml se agregaron 200 µl de la muestra (extracto acuoso y solución de referencia de ácido gálico) con 10 ml de la dilución de Folin-Ciocalteu y 1,8 ml de agua destilada.  Se agitó constantemente y luego se esperó 5 minutos

 Se añadió 8 ml de solución 7,5 % de Na2CO3. Se agitó reiteradamente  Se dejó en reposar por 2 horas

 Se leyeron las absorbancias con una longitud de onda de 765 nm con un espectrofotómetro (RAY LEIGH UV-1601)  Se utilizó como blanco la preparación de las soluciones vistas primeramente sin las muestras de los ensayos.  El contenido de fenoles totales fue comparado basándonos mediante la solución de ácido gálico (mg/ml)

III.3.1 Cuantificación de flavonoides totales

El análisis de cuantificación de flavonoides se realizó por el método colorimétrico del tricloruro de aluminio (AlCl3), (Chang y col., 2002; Pourmorad y col., 2006).

Muestras y soluciones

 Extractos hidroalcohólicos de hoja y corteza de Mimusops coriácea (ADC) Miq.  Sustancia de referencia: fue obtenida mediante concentraciones 5, 20, 50, 60 y 80 µg/ml de quercetina, se elaboró una curva de calibrado para comparar las absorbancias contra concentración de dicho patrón y partiendo de ella se comprobó la concentración de flavonoides en el extracto mediante la expresión de mg/ml.

 Solución de AlCl3 al 10 % diluida en etanol al 96 %.

 Solución de acetato de potasio (CH3CO2K) diluida en agua destilada (1 M).  Para la solución madre se elaboró 10 mg/ml en etanol al 96% y partiendo de ella se obtuvieron soluciones de con la que se construyó una curva patrón.

Procedimiento

 En tubos de ensayos de 10 ml de contenido aproximadamente se agregaron 0,5 ml de solución patrón de quercetina, 1,5 ml de etanol al

96 %, 0,1 ml de tricloruro de aluminio al 10%, 0,1 ml de acetato de potasio 1 M, 2,8 ml de agua destilada  Esperar 30 minutos y leer a una longitud de onda de 415 nm en un espectrofotómetro (RAY LEIGH UV-1601)  Se dispuso como blanco el etanol al 96%.  El contenido de flavonoides totales fue comparado basándonos mediante la solución de quercetina (mg/ml)

III.3.2 Análisis Estadístico

Para el control de calidad de los resultados proporcionados de las concentraciones de fenoles totales y flavonoides totales fueron calculados los valores medios y desviaciones estándar. Luego se manejó el programa Statgraphics®Plus, versión 5.0, para luego dirigirlo a un test de normalidad (Kolmogorov-Smirnov), a continuación se llevó a un análisis de varianza a por medio de ANOVA-1, para obtener un nivel de 95% de confianza y concluyendo un t- student para realizar una comparación entre los 2 extractos para un nivel de confianza del 95 %.

III.4 Determinación de actividad antioxidante de los extractos en hojas y corteza

De entre los análisis para determinar la actividad antioxidante de los extractos tenemos:

FRAP (Ferric Reducing Antioxidant Power) el cual sirve para medir el poder antioxidante de reducción férrica, que consiste en considerar la capacidad de reducción del catión férrico que contiene el plasma, no obstante se aplica una actualización de (Szőllősi y Szőllősi-Varga, 2002; Csepregi y col., 2016), donde se observa la capacidad de reducción de catión férrico (Fe3+) a ferroso (Fe2+)

con ayuda de un agente acomplejante conocido como TPTZ (2,4,6-tri(piridil)- 1,3,5-triazina) del cual resulta el ion complejo [Fe(TPTZ)2]2+ de color azul intenso.

El DPPH (2,2-difenil-1-picril hidracilo), técnica actualizada por (Brand- Williams y col., 1995; Molyneux, 2004; Kedare y Singh, 2011; Bokhari y col., 2013; Afsar y col., 2018), es un procedimiento espectrofotométrico en el cual se emplea como radical libre 2,2-difenil-1-picrilhidrazilo. Dicho radical al estar en contacto con la solución de DPPH dona átomos de hidrógeno, disminuyendo la concentración del DPPH, que al reducirse forma DPPH-H cambiando la coloración de morado a amarillo.

(ABTS●+) o ensayo del ácido 2,2’-azinobis (3- etilbenzotiazolín)-6-sulfónico, se utiliza esta técnica para evaluar la capacidad antioxidante de los extractos ya sean solubles o liposolubles. Este ácido coloreado es de origen radical que tiene la característica de simular especies reactivas como oxígeno y nitrógeno; que al estar en contacto con el antioxidante pierde su coloración, apareciendo un radical catiónico de color verde – azulado a partir del precursor 2,2’-azinobis (3- etilbenzotiazolín)-6-sulfónico(Re y col., 1999; Arnao y col., 2001; Medina, 2010; Floegel y col., 2011; Biskup y col., 2013; Pardo y col., 2018; Vargas y col., 2018).

III.4.1 Método de FRAP (capacidad ferro-reductora).

III.4.1.1Preparación de muestras.

Extractos hidroalcohólicos de hojas y corteza de M. coriácea (ADC) Miq. a las concentraciones de 0,75, 2, 6, 10 y 12,5 μg/ml.

III.4.1.2 Preparación del reactivo

EL reactivo de FRAP, conformado por buffer acetato de sodio (300 mM/pH 3,6) 10 mM de TPTZ y 20 mM de cloruro férrico.

III.4.1.3 Procesamiento de muestras

Siguiendo lo descrito por Benzie y Strain (1996), los extractos hidroalcohólicos fueron sometidos a la medición de la capacidad de reducción por triplicado,utilizando espectrofotometría UV-visible con absorbancia de 593 nm.

Se tomaron 30 μl de las muestras previamente preparadas en concentraciones de (0,75, 2, 6, 10 y 12,5 μg/ml) para ser mezcladas con 900 μL de reactivo FRAP más 90 μl de agua destilada. La reacción que se presenta mide la reducción del hierro férrico a ferroso en forma de complejo ferroso- tripiridiltriazina (Fe2+ - TPTZ).

El blanco fue preparado con 120 μl de agua destilada y 900 μl de reactivo.

III.4.2 Método del radical 2,2-difenil-1-picrilhidrazilo (DPPH)

III.4.2.1 Preparación de muestras.

 Extractos hidroalcohólicos de hojas y corteza de M. coriácea (ADC) Miq. a las concentraciones de 2, 6, 10, 15 y 20μg/ml.

III.4.2.2 Procesamiento de muestras.

La determinación cuantitativa se realizó por espectrofotometría UV-visible a 517 nm después de 30 minutos por triplicado, usando el método del radical libre DPPH descrito por (Brand-Williams y col., 1995; Kedare y Singh, 2011).

De cada concentración de los extractos hidroalcoholicos (2, 6, 10, 15 y 20 μg/mL) se midió10 µl, al igual que las sustancias de referencia en concentraciones iguales, mezclándose con 900 µl de DPPH (0,075 mg/ml) más 90 µl de etanol puro. El blanco fue preparado con 900 µl de DPPH y 100 µl de etanol puro. Las muestras preparadas se dejaron a resguardo de luz por 30 minutos para luego ser leídas a 517 nm.

III.4.3 Ensayo del ABTS●+ (ácido 2,2’-azino-bis (3-etilbenzotiazolina)-6- sulfónico)

III.4.3.1 Preparación de muestras.

Extractos hidroalcohólicos de hojas y corteza de M. coriácea (ADC) Miq. en concentraciones de 100, 200, 300, 500 y 600 μg/ml.

III.4.3.2 Procesamiento de muestras

Tal como describen Re y col. (1999), Arnao y col. (2001) y Agudo (2010) el ensayo fue realizado basándose en la habilidad que presentan diversas sustancias para capturar el radical catiónico ABTS●+.

Se preparó el reactivo CON ABTS 7mM y persulfato de potasio 2,45 mM (1/1, v/v) en solución, manteniéndose sin contacto con la luz por 16 horas.

Tanto del patrón (ácido ascórbico) y de cada una de las muestras en concentraciones (100, 200, 300, 500 y 600 μg/ml) se tomaron 20 µl y se mezclaron con 980 µl de solución ABTS radicálico, manteniéndose en incubación dicha mezcla por 30 minutos para su posterior lectura a 743 nm por espectrofotometría UV-Visible; llevándose a cabo cada determinación por triplicado.

III.5 Caracterización de compuestos en hojas y corteza

III.5.1 Extracción sucesiva de compuestos

Figura 1. Esquema del tratamiento de muestra para análisis por CG-EM Fuentes: Autores

III.5.2 Análisis Cromatográfico

El análisis GC-MS de las fracciones apolares (diclometano, acetato de etilo y etanol), se realizó en un equipo de cromatografía de gases-espectrometría de masas Agilent Technologies (sistema 7890A GC y 5975C inert XL MSD con detector de triple eje). Se usó una columna capilar DB-5MS (30 m × 0,25 mm) con fenil dimetilpolisiloxano como fase estacionaria (espesor de película de 0,25 micrones) y helio como gas portador.

La temperatura del sistema de inyección fue de 250 °C para las muestras. La temperatura del horno se inició a 70 °C durante 2 minutos, luego se aumentó a 300 ° C a 5 ° C / min y se mantuvo a 300 ° C durante 6 minutos. La identificación de los compuestos se realizó mediante comparación de espectros de masas con la biblioteca Wiley 9th con NIST 2011 MS Library.

Se usó una ionización electrónica de 70 eV a 230 °C en la fuente de iones y los compuestos de datos se recopilaron con el modo de exploración completa (40-600 uma) en el analizador de masas de cuadrupolo.

CAPÍTULO IV: RESULTADOS Y DISCUSIONES

IV.1 Caracterización genética de la especie

El análisis bioinformático mediante el uso del banco de genes del NCBI (BLAST) y con las secuencias de los marcadores moleculares ITS 1 Y 2 se obtuvo que la muestra vegetal analizada está relacionada con el género Mimusops como se observa en la tabla (VIII).

Tabla VIII. Resultado del análisis bioinformático (BLAST)

%Identidad Método Resultado (BLAST) E-Value

1.- Mimusops coriácea 1.- 98% 1.- 0.0 2.- Mimusops sp. 2.- 98% 2.- 0.0 ITS 1 F 3.- Mimusops membranaceaa 3.- 97% 3.- 0.0 4.- Mimusops perrieri 4.- 97% 3.- 0.0 5.- Mimusops lecomtei 5.- 97% 4.- 0.0 5.- 0.0

1.- Mimusops coriácea 1.- 100% 1.- 2 e -93 2.- Mimusops elengi 2.- 95% 2.- 4 e -119 ITS 2 F 3.- Mimusops comorensis 3.- 94% 3.- 3 e -111 4.- Mimusops zeyheri 4.- 94% 4.- 6 e -108 5.- Mimusops obovata 5.- 90% 5.- 9 e -111

(CIBE, 2019)

IV.1.1 Árbol filogenético para comparación de la muestra y especies del género Mimusops.

El árbol filogenético fue elaborado con las secuencias concatenadas de las regiones ITS 1 Y 2 de la muestra y las secuencias ITS del genero Mimusops del estudio de (Arnstrong y col., 2014).

Los resultados del árbol filogenético se muestran en la figura 2. Donde se comparan con algunas especies más cercanas genéticamente de este género.

Figura 2. Análisis molecular filogenético de especies vegetales del género Mimusops Fuentes: Autores

El cuadro rojo en la figura 2 confirma que la muestra se relaciona genéticamente de forma muy cercana con la especie vegetal Mimusops coriácea.

IV.2 Fenoles totales

Los fenoles totales fueron cuantificados por el método de Folin-ciocalteu, los extractos reaccionan con reactivos redox específicos (reactivo de Folin- Ciocalteu) para formar un complejo azul que puede cuantificarse por espectrofotometría de luz visible. (Blainski y col; 2013). Este método va a evaluar el total del extracto para inhibir la oxidación del reactivo (Kale y col., 2010). Los fenoles van a reaccionar en medio alcalino con el ácido fosfomolibdico para conformar el cromóforo azul fosfotúngstico-molibdeno. (Pękal y Pyrzynska, 2012).

En el transcurso del análisis se observó que la reacción con los extractos se fue tornando color azul. Esta reacción verifico la formación del complejo antes dicho y la presunta presentación de compuestos fenólicos en los extractos examinados. (Pękal y Pyrzynska 2012).

En la figura 3 se observa la curva de calibrado del análisis. Obteniendo una buena similitud entre las concentraciones experimentadas de la sustancia de referencia que fue el ácido gálico y sus absorbancias, que obtuvo un coeficiente de correlación ≥0,99.

Figura 3. Curva de calibrado del ácido gálico para la determinación de fenoles totales en Mimusops coriácea (ADC) Miq. Fuentes: Autores

Los resultados en los análisis estadísticos de los extractos hidroalcohólicos de hojas y corteza comprobaron que el extracto derivado de las hojas obtuvo gran diferencia, siendo superior su concentración en el contenido de fenoles. En la tabla IX se demuestran las diferencias mediante las cuantificaciones dadas en cada uno de los extractos.

Tabla IX. Contenido de fenoles totales en los extractos de Mimusops coriácea (ADC) Miq.

Extractos Hoja Corteza

Fenoles totales a b mg/mL 6,00±0,03 5,44±0,05 _ X +D S - Leyenda: : valor medio de las determinaciones ± desviación estándar Letras iguales muestran que no existen diferencias significativas (p>0,05) y letras diferentes que si existen diferencias significativas (p<0,05) para pun 95 % de confianza, según t-student Fuentes: Autores

IV. 2.1 Flavonoides

Para la determinación de flavonoides se utilizó el método colorimétrico de tricloruro de aluminio, la cual los flavonoides van a reaccionar con el cloruro de aluminio en etanol y esta reacción va a causar un complejo de un tono color amarillo. Este color tiene una longitud de onda de 415 nm.

En la figura 4 se observa la curva de calibrado del análisis. Obteniendo una buena similitud entre las concentraciones experimentadas de la sustancia de referencia que tiene una expresión semejante a la quercetina que obtuvo un coeficiente de correlación ≥0,99.

. Figura 4. Curva de calibrado de la quercetina para la determinación de flavonoides totales de Mimusops coriácea (ADC) Miq. Fuentes: Autores

Los resultados en los análisis estadísticos de los extractos comprobaron que el extracto derivado de las hojas obtuvo gran diferencia, siendo superior su concentración en el contenido de flavonoides. En la tabla X se demuestran las diferencias mediante las cuantificaciones dadas en cada uno de los extractos.

Tabla X. Contenido de flavonoides totales en los extractos de Mimusops coriácea (ADC) Miq. Extractos Hoja Corteza Flavonoides totales mg/mL 1,52±0,01 0,54±0,02 _ X +D S -

Leyenda: : valor medio de las determinaciones ± desviación estándar Letras iguales muestran que no existen diferencias significativas (p>0,05) y letras diferentes que si existen diferencias significativas (p<0,05) para pun 95 % de confianza, según t-student Fuentes: Autores

IV.3 Actividad antioxidante

Las plantas medicinales tienden a mostrar gran actividad antioxidante en dependencia de su composición química, por lo cual se deben realizar varias pruebas que corroboren dicha función, y así obtener la medida de mecanismo de acción (Parikh y Patel, 2017). Entre los métodos más utilizados se encuentran:

IV.3.1 Actividad antioxidante por el método de FRAP (capacidad ferro- reductora)

Lo resultante del análisis demuestra el poder reductor del catión férrico (Fe3+) de los extractos, frente a las sustancias de referencia usadas como antioxidante, (μM equivalentes de ácido ascórbico y μM equivalentes de

FeSO4), a partir de las curvas de calibración de los patrones obtenidos por regresión Lineal con sus pertinentes ecuaciones; Y es la absorbancia y X la concentración.

Figura 5. Curvas de calibración del ácido ascórbico y el FeSO4 para la determinación de la capacidad antioxidante por FRAP Fuentes: Autores

Las sustancias de referencia mostraron un buen coeficiente de correlación (≥0,99), denotando gran afinidad entre las densidades ópticas y las concentraciones de los estándares; presentando la ecuación un buen ajuste a los resultados experimentales.

Dentro de la tabla XI se denota la capacidad antioxidante en las diferentes concentraciones analizadas de ambos extractos, arrojando resultados mayores a los 300 μM semejantes de ácido ascórbico y FeSO4; mostrando la acción ferro-reductora que se asocia a dichas muestras.

Tabla XI. Actividad ferro-reductora de los extractos de M. coriácea (ADC) Miq.

Actividad ferro-reductora ± DE

μM equivalentes de ácido μM equivalentes de FeSO4 Concentraci ascórbico ón μg/mL Extracto de Extracto de Extracto de Extracto de Hojas Corteza hojas corteza 0,75 345,48± 339,61 ± 9,62a 302,89 ± 288,71 ± 16,88a 15,09h 8,59h 2 634,84 ± 549,92 ± 36,96c 552,54 ± 476,65 ± 19,09b 17,06i 33,03j 6 726,91 ± 719,76 ± 46,55d 634,81 ± 607,15 ± 19,09d 17,06k 12,09k 10 784,84 ± 753,89 ± 10,99f 686,58 ± 634,81 ± 15,85e 14,16l 17,06m 12,5 976,91 ± 910,24 ± 60,90g 858,21 ± 798,64 ± 13,11g 11,71n 54,42n Se indica la media (n=3) ± desviación estándar (DE) Letras diferentes en un mismo μM equivalente para los dos extractos a la misma concentración indica diferencias significativas y letras iguales que no existen diferencias significativas (p≤ 0,05), según t-student Fuentes: Autores

Mediante el estudio estadístico se comprobó que los resultados en μM equivalentes de ácido ascórbico para muestras de hojas y corteza (0,75, 6 y 12,5 μg/mL), no presentaron diferencias específicas entre sus valores. Los μM

equivalentes de FeSO4 presentan conducta similar. La actividad reductora de Hierro 3 se mostró en la más alta concentración analizada. Sin embargo, la actividad antioxidante fue superior para extractos de hojas, en concentraciones de 2 y 10 μg/mL.

Tal como se muestra en la Figura 6 los gráficos de las concentraciones de

cada extracto frente a μM equivalentes de ácido ascórbico y de FeSO4. Se constató que aumentar la concentración por el método FRAP, existe particularidad creciente de actividad antioxidante.

Figura 6. Actividad antioxidante por FRAP de los extractos de M. coriácea (ADC) Miq Fuentes: Autores

Mediante los resultados se denotó que los elevados valores en μM equivalentes en comparación de los estándares analizados, sugirieron la alta actividad antioxidante de los extractos.

IV.3.2 Capacidad secuestradora del radical 2,2-difenil-1-picrilhidrazilo (DPPH)

La figura 7 muestra gráficamente la concentración de cada extracto y estándares analizados frente al porcentaje inhibitorio del radical DPPH. Presenta predisposición creciente de la actividad inhibitoria de dicho radical al elevar la concentración, mostrando así la alta capacidad antioxidante los extractos hidroalcohólicos de las hojas, inclusive mayor al Trolox y vitamina C.

Figura 7. Comportamiento de la capacidad secuestradora del radical DPPH de los extractos de M. coriácea (ADC) Miq. y las sustancias de referencias.

Fuentes: Autores

Dentro de la Tabla XII, se muestran discrepancias notables entre las mismas concentraciones del ejemplar analizado, a diferencia del extracto de corteza que develó conducta parecida con el estándar trolox en concentraciones de 2 y 20 μg/mL, superando a la vitamina C. Sin embargo, el más alto porcentaje inhibitorio de radical DPPH se obtuvo del extracto de hojas en todas sus concentraciones analizadas, diferenciándose notablemente de los dos patrones utilizados.

Lo evidente dentro de la investigación que se muestra porcentajes inhibitorios del radical mayores al 50% a pequeñas concentraciones en los extractos de hojas y corteza, lo cual denota un alto poder antioxidante por el mecanismo de acción evaluado.

Tabla XII. Capacidad secuestradora de DPPH de los extractos de M. coriácea (ADC) Miq. y las sustancias de referencias Porciento de secuestro del radical DPPH (%) ± DE Concentraci Extracto Extracto Vitamina Trolox ón μg/mL de de C Hojas Corteza 2 69,73 ± 55,60 ± 48,45 ± 60,29 ± 0,16a 1,18b 0,22c 0,38d 6 82,33 ± 72,12 ± 64,85 ± 69,37 ± 0,27e 0,34f 0,16g 0,21h 10 83,35 ± 75,56 ± 74,26 ± 75,82 ± 0,82i 0,49j 0,39k 0,33j 15 84,03 ± 78,96 ± 76,03 ± 80,19 0,21l 0,28m 0,23n ±0,27o 20 86,26 ± 83,31 ± 78,78 ± 84,21 ± 0,45p 0,51q 0,54r 0,49q

Concentración inhibitoria media (IC50) 4,58 5,77 5,77 7,54 Se indica la media (n=3) ± desviación estándar (DE). Letras diferentes en una fila indica diferencias significativas y letras iguales que no existen diferencias significativas, a una misma concentración (p≤ 0,05), según el test de comparación múltiple de Tukey Fuentes: Autores

IC50: (valor de concentración al cual se alcanza el 50 % de inhibición del efecto máximo de secuestro de DPPH)

De los especímenes analizados, el que demostró menor IC50 (4,58 μg/mL) fue el extracto de las hojas, revelando así el alto efecto antioxidante en comparación al extracto de corteza y los estándares usados.

IV.3.3 Ensayo del ABTS●+ (ácido 2,2’-azino-bis (3-etilbenzotiazolina)-6- sulfónico)

La figura 8 guía a un gráfico de porcentaje inhibitorio de radical ABTS •+ frente a la concentración de cada muestra y el patrón analizado. Al aumentar la concentración tiende a subir la actividad inhibitoria de radical antes mencionado.

Figura 8. Comportamiento de la capacidad secuestradora del radical ABTS de los extractos de M. coriácea (ADC) Miq. y las sustancias de referencia Fuentes: Autores

La tabla XIII da a conocer los resultados porcentuales de la capacidad inhibitoria del radical ABTS, mostrando una capacidad secuestradora desde los 200 μg/mL (mayor al 70%) de todos los especímenes analizados. El reporte estadístico mostró características diferenciales altas en concentraciones 100 y 300 μg/mL, adonde el extracto de corteza se comportó similar al estándar analizado en mínima concentración, mientras que el extracto de hojas denotó porcentajes secuestradores a la par con la vitamina C en concentración de 300 μg/mL.

Tabla XIII. Capacidad secuestradora del radical ABTS●+ de los extractos de M. coriácea (ADC) Miq. y la sustancia de referencia

Concentraci Porciento de secuestro del radical ABTS●+ (%) ± DE ón μg/mL Extracto de Extracto de Vitamina Trolox hojas corteza C 100 48,46 ± 1,19a 43,94 ± 1,68b 47,15 ± 42,68 ± 0,42a 1,45b 200 73,13 ± 1,30c 73,41 ± 1,33c 73,18 ± 55,81 ± 1,48c 0,71d 300 91,10 ± 0,84e 75,65 ± 0,71f 93,38 ± 64,14 ± 0,53g 0,66h 500 93,94 ± 0,28ij 94,03 ± 0,59ij 94,36 ± 93,14 ± 0,12j 0,14i 600 95,38 ± 0,77k 96,03 ± 0,28k 96,04 ± 95, 25 ± 0,79k 0,25k Concentración inhibitoria media IC50 197,00 213,50 196,30 301,60 Se indica la media (n=3) ± desviación estándar (DE). Letras diferentes en una fila indica diferencias significativas y letras iguales que no existen diferencias significativas, a una misma concentración (p≤ 0,05), según el test de comparación múltiple de Tukey Fuentes: Autores

Todas las muestras y patrones presentaron conducta equivalente en concentraciones de 600 μg/mL, con mayor % inhibitorio de radical ABTS; lo que demostró la habilidad secuestradora que sugiere una elevada capacidad antioxidante por el método analizado.

Se encontró diferencias notorias entre ambos extractos en concentraciones de 100 y 300 μg/mL, dando a conocer que el extracto de hojas mostró alta actividad al secuestrar, inclusive mayor a la del estándar trolox.

De los especímenes analizados, el que demostró menor IC50, fue el extracto de las hojas (196,30 μg/mL) y el estándar vitamina C (196,30 μg/mL), revelando así mejor efecto antioxidante en comparación al extracto de corteza y el trolex (estándar).

IV.4 Caracterización de extractos hojas y corteza

IV.4.1 Caracterización de los extractos en hojas

Los tres extractos sucesivamente realizados a la muestra fueron sometidos al análisis, por cromatografía de gases acoplado a espectrometría de masas (CG-MS).

Las figuras 9, 11 y 13 muestran sucesivamente los cromatogramas de Diclorometano, Acetado de Etilo y Etanol obtenidos de los extractos realizados a las hojas.

Se denota en los 3 cromatogramas que existe una leve diferencia entre la cantidad de compuestos, ya que, el equipo identificó para Diclorometano 31 moléculas, mientras que por acetato de etilo se muestran 12.

IV.4.1.1 Caracterización de extracto Diclorometano

A b u n d a n c e

TIC: DCM HOJAS 1.D\data.ms

1 . 9 e + 0 8 1 . 8 e + 0 8

1 . 7 e + 0 8

1 . 6 e + 0 8

1 . 5 e + 0 8

1 . 4 e + 0 8

1 . 3 e + 0 8 1 . 2 e + 0 8 1 . 1 e + 0 8 1 e + 0 8 9 e + 0 7 8 e + 0 7 7 e + 0 7

6 e + 0 7

5 e + 0 7

4 e + 0 7

3 e + 0 7

2 e + 0 7 1 e + 0 7

1 0 . 0 0 1 5 . 0 0 2 0 . 0 0 2 5 . 0 0 3 0 . 0 0 3 5 . 0 0 4 0 . 0 0 4 5 . 0 0 5 0 . 0 0 T im e - - > Figura 9. Cromatogramas gaseosos analíticos de extractos Diclorometano de hojas M. coriácea ADC Miq. Fuentes: Autores

Los compuestos mayormente abundantes en las hojas, donde se muestra el tiempo de retención, junto al porcentaje abundancia y la formula general se muestran en la tabla XIV.

Se identificaron 31 compuestos, los mayoritariamente abundantes fueron α- amirina y su acetato, el acetato de β-amirina, el 9,19-ciclolanostan-3ol-24- metileno-acetato β-beta (fitosterol) y el palmitato de octadecilo, una cera natural al estar las hojas recubiertas de cera, justifica su presencia.

Los triterpenoides representan el 58,02 % del extracto y son considerados sapogeninas triterpénicas, por lo que no debe descartarse la presencia de los glicósidos en extractos de mayor polaridad. Los ésteres de ácidos grasos representan el 16, 59% de esta fracción, ocupando los HC de cadena larga el 25,39%.

Tabla XIV. EXTRACTO DICLOROMETANO DE HOJAS Mimusops Coriácea (ADC) Miq.

% % ABUN PICO TR COMPUESTO FG MM ABUND IDENTIF

1 16.167 n-tetradecano C14H30 198,39 g/mol 0,06 0,10±0,00

2 21.034 n-Hexadecano C16H34 226,41 g/mol 0,153 0,26±0,00 3 24.531 (-) loliolido C11H16O3 196.25 g/mol 0,126 0,22±0,01 4 25.441 n-octadecano C18H38 54,5 g/mol 0,31 0,53±0,05 27.939 5 Palmitato de metilo C17H3402 270.46 g/mol 0,576 0,99±0,01

6 28.594 Ácido palmítico C16H32O2 256,4 g/mol 0,206 0,36±0,03 29.119 ácido mirístico n- 7 C18H3702 285,48 g/mol 0,086 0,15±0,01 butil éster 8 29.278 Palmitato de etilo C₁₈H₃₆O₂ 284.48 g/mol 1,62 2,79±0,08 9 29.447 n-icosano C20H42 282.55 g/mol 0,45 0,78±0,03 10 30.972 1-octadeceno C18H36 252.49 g/mol 0,65 1,12±0,04

11 31.314 n-heneicosano C21H44 296.58g/mol 0,06 0,10±0,00 Esterarato de 298.50 g/mol 0,463 0,80±0,02 12 31.747 C₁₉H₃₈O₂ metilo Palmitato de n- C20H40O2 2,42 4,17±0,09 13 32.820 372,53 g/mol butilo 14 32,958 Estearato de etilo C₂₀H₄₀O₂ 312,54 g/mol 1,42 2,45±0,07 15 33,109 n-docosano C22H46 310.6 g/mol 0,686 1,18±0,04 16 34,823 n-tricosano C₂₃H₄₈ 324.63 g/mol 0,133 0,23±0,01 36,226 C₂₂H₄₄O₂ 2,833 4,88±0,12 17 Estearato de butilo 340,59 g/mol

18 36,472 n-tetracosano C24H50 338.65 g/mol 0,626 1,08±0,02 19 38,858 n-pentacosano C25H52 352.69 g/mol 0,11 0,19±0,00 20 39,591 n-hexacosano C26H54 366,64 g/mol 0,65 1,12±0,03 21 42,487 n-octacosano C28H58 394,69 g/mol 0,65 1,12±0,02 22 43,857 n-nonacosano C29H60 408,62 g/mol 0,1 0,17±0,01 23 45,192 n-triacontano C30H62 422,73 g/mol 0,46 0,79±0,01 24 47,733 n-dotriacontano C32H66 450,78 g/mol 0,39 0,67±0,04 25 49,705 Alfa amirona C30H48O 424.71 g/mol 0,28 0,48±0,03

26 50,222 alfa-amirina C30H50O 426.72 g/mol 15,32 26,41±0,38 acetato de beta 27 50,875 C32H52O2 469,0 g/mol 5,007 8,63±0,31 amirina 9,19- ciclolanostano-3 28 50,991 C31H52O 440.76 g/mol 0,23 0,40±0,07 beta-ol 24- metileno 51,668 Acetato de alfa C32H52O2 13,053 29 468.77 g/mol 22,50±0,50 amirina 9,19-ciclolanostan- 30 52,645 3ol-24-metileno- C33H54O2 483,04 g/mol 3,153 5,44±0,05 acetato 3-beta 53,469 Palmitato de C34H68O2 508.92 g/mol 5,72 31 9,86±0,06 octadecilo Fuentes: Autores

Palmitato de octadecilo Acetato de Beta-Amirina Alfa-Amirina

Figura 10. Estructuras de compuestos identificados en extracto diclorometano hojas.

(NCBI, 2013)

Tal como se muestra en la figura 9 las estructuras de varios compuestos más abundantes analizada por CG-MS con Diclorometano.

IV.4.1.2 Caracterización de extracto Acetato de Etilo

A b u n d a n c e

TIC: ACETATO HOJAS 1.D\ data.ms

1 .8 e + 0 7

1 .6 e + 0 7

1 .4 e + 0 7

1 .2 e + 0 7

1 e + 0 7

8 0 0 0 0 0 0

6 0 0 0 0 0 0

4 0 0 0 0 0 0

2 0 0 0 0 0 0

1 0 .0 0 1 5 .0 0 2 0 .0 0 2 5 .0 0 3 0 .0 0 3 5 .0 0 4 0 .0 0 4 5 .0 0 5 0 .0 0 T im e -->

Figura 11. Cromatogramas gaseosos analíticos de extracto Acetato de etilo de hojas M. coriácea ADC Miq Fuentes: Autores

Prácticamente toda la fracción está constituida por HC de cadena larga, siendo los más abundantes los de 25 a 30 átomos de carbono. Se detectó en esta fracción un éster de ácido graso, ya identificado en la fracción de acetato de etilo. El HC n-tetratriacontano, se detecta en esta fracción por primera vez (tabla XV).

A continuación se denota una notable diferencia en la cantidad de compuestos identificados del diclorometano, frente al acetato de Etilo que presenta 12 compuestos, con varios compuestos abundantes.

Tabla XV. EXTRACTO ACETADO DE ETILO DE HOJAS Mimusops Coriácea (ADC) Miq.

% ABUN PICO TR COMPUESTO FG MM % ABUND IDENTIF

0,60±0,01 1 31.314 n-heneicosano C21H44 296.58g/mol 0,44

0,43±0,01 2 32,958 Estearato de etilo C₂₀H₄₀O₂ 312,54 g/mol 0,313

2,06±0,01 3 33,107 n-docosano C22H46 310.6 g/mol 1,50

4,15±0,01 4 34,823 n-tricosano C₂₃H₄₈ 324.63 g/mol 3,02

7,49±0,02 5 36,478 n-tetracosano C24H50 338.65 g/mol 5,45

10,02±0,00 6 38,067 n-pentacosano C25H52 352.69 g/mol 7,29

13,42±0,04 7 39,596 n-hexacosano C26H54 366,64 g/mol 9,76

14,73±0,14 8 41,071 n- heptacosano 10,72 C27H56 380,66 g/mol 16,60±0,05 9 42,493 n-octacosano C28H58 394,69 g/mol 12,075

15,63±0,015 10 43,869 n-nonacosano C29H60 408,62 g/mol 11,37

13,25±0,11 11 45,198 n-triacontano C30H62 422,73 g/mol 9,64

1,62±0,01 12 50,473 n-tetratriacontano 1,175 C34H70 478,83 g/mol Fuentes: Autores

IV.4.1.3 Caracterización de extracto Alcohólico

A b u n d a n c e

TIC: EAHM1.D\data.ms

9 0 0 0 0 0 0

8 0 0 0 0 0 0

7 0 0 0 0 0 0

6 0 0 0 0 0 0

5 0 0 0 0 0 0

4 0 0 0 0 0 0

3 0 0 0 0 0 0

2 0 0 0 0 0 0

1 0 0 0 0 0 0

1 0 .0 0 1 5 .0 0 2 0 .0 0 2 5 .0 0 3 0 .0 0 3 5 .0 0 4 0 .0 0 4 5 .0 0 5 0 .0 0 T im e -->

Figura 12. Cromatogramas gaseosos analíticos de extracto Alcohólico de hojas M. coriácea ADC Miq Fuentes: Autores

Constituida fundamentalmente por la presencia de ácidos grasos, donde se destacan como mayoritario el ácido esteárico y ácido palmítico. Tal se observa en la tabla XVI. Se observó la presencia de la alfa amirina precursor del ácido ursólico que es un triterpeno pentacíclico como se observa en la Figura 13, que al parecer no se extrajo toda con el DCM.

Figura 13. Alfa Amirina (NCBI, 2013)

Tabla XVI. EXTRACTO ALCOHÓLICO DE HOJAS Mimusops Coriácea (ADC) Miq.

% ABUN PICO TR COMPUESTO FG MM % ABUND IDENTIF 1,07±0,06 1 13,876 Ácido butanodioico (Succínico) C4H6O4 118,09 g/mol 0,24

0,81±0,04 2 19,675 Ácido treónico C4H8O5 136,1 g/mol 0,183

1,55±0,00 3 22,179 Ácido dodecanoico (Laúrico) C12H24O2 200,318 g/mol 0,35

3,24±0,00 4 26,401 Ácido tetradecanoico (mirístico) C14H28O2 228,3709 g/mol 0.73

26,74±0,02 5 30,281 Ácido hexadecanoico (palmítico) C16H32O2 256,4 g/mol 6,02

1,78±0,00 6 32,071 Ácido pentadecanoico C15H30O2 242,3975 g/mol 0,40

62,01±0,19 7 33,853 Ácido octadecanoico (esteárico) C18H36O2 284,48 g/mol 13,96

0,63±0,00 8 37.085 Ácido eicosanoico C20H40O2 312,5304 g/mol 0.141

Ácido urs-12-en-24-oico-3-oxo- C31H48O3 468.722 g / mol 2,18±0,01 9 42,493 0,49 metil éster Fuentes: Autores

ácido esteárico ácido palmítico

Figura 14. Estructuras de compuestos identificados en extracto alcohólico hojas. (NCBI, 2013)

IV.4.2 Caracterización de los extractos en corteza

Los extractos de Diclorometano, Acetato de etilo y etanol sucesivamente fueron sometidos al análisis, por cromatografía de gases acoplado a masas (CG-MS).

Las figuras 15, 16 y 17 se muestran sucesivamente el cromatograma de Diclorometano, Acetado de Etilo y Etanol obtenidos de los extractos realizados a la corteza.

IV.4.2.1 Caracterización de extracto Diclorometano A b u n d a n c e TIC: FDCM1.D\data.ms 5 0 0 0 0 0 0

4 5 0 0 0 0 0

4 0 0 0 0 0 0

3 5 0 0 0 0 0

3 0 0 0 0 0 0

2 5 0 0 0 0 0

2 0 0 0 0 0 0 1 5 0 0 0 0 0 1 0 0 0 0 0 0 500000

1 0 .0 0 1 5 .0 0 2 0 .0 0 2 5 .0 0 3 0 .0 0 3 5 .0 0 4 0 .0 0 4 5 .0 0 5 0 .0 0 T im e --> Figura 15. Cromatogramas gaseosos analíticos de extracto Diclorometano de corteza M. coriácea ADC Miq Fuentes: Autores

Esta fracción está constituida por ésteres etílicos (fundamentalmente) y butílicos de ácidos grasos y por triterpenoides pentacíclicos y un esterol.

De entre los compuestos que destacan por extracción con Diclorometano están el Urs-12-en-24-oic acid-3-oxo-metiléster con un porcentaje mayor al 15%, seguido del Palmitato de etilo y el 9,19-ciclolanostano-3 beta-ol 24-metileno-acetato.

Tabla XVII. EXTRACTO DICLOROMETANO DE CORTEZA Mimusops Coriácea (ADC) Miq.

% ABUN PICO TR COMPUESTO FG MM % ABUND IDENTIF

1 29.290 Palmitato de etilo C₁₈H₃₆O₂ 284,48 g/mol 10,79 18,82±0.93

2 32,336 Linoleato de etilo C20H36O2 308,49 g/mol 6,25 10,90±0,45

3 32,470 Oleato de etilo C20H38O2 310,51 g/mol 8,35 14,56±0,56

4 32.820 Palmitato de n-butilo C20H40O2 372,53 g/mol 0,95 1,65±0,04

5 32,960 Estearato de etilo C₂₀H₄₀O₂ 312,54 g/mol 2,83 4,93±0,17 12-oleanen-3-yl-acetato 6 50,875 C32H52 O 2 468,766 g/ mol 3,77 6,57±0,33 acetato de beta-amirina Urs-12-en-24-oic acid-3- 7 51,637 C31H48O3 468.722 g / mol 15,33 26,74±1,43 oxo-metiléster 9,19-ciclolanostano-3 8 52,662 beta-ol 24-metileno- C31H52O 440,756 g/mol 9,065 15,81±1,33 acetato Fuentes: Autores

IV.4.2.2 Caracterización de extracto Acetato de Etilo

A b u n d a n c e

TIC: ACETATO CORTEZA 1.D\data.ms

1 .8 e + 0 7

1 .6 e + 0 7

1 .4 e + 0 7

1 .2 e + 0 7

1 e + 0 7

8 0 0 0 0 0 0

6 0 0 0 0 0 0

4 0 0 0 0 0 0

2 0 0 0 0 0 0

1 0 .0 0 1 5 .0 0 2 0 .0 0 2 5 .0 0 3 0 .0 0 3 5 .0 0 4 0 .0 0 4 5 .0 0 5 0 .0 0 T im e -->

Figura 16. Cromatogramas gaseosos analíticos de extracto Acetato de etilo de corteza M. coriácea ADC Miq Fuentes: Autores

El componente mayoritario de esta fracción es el triterpeno pentacíclico ácido urs-12-en-24-oic-3-oxo-metil éster con el 57,48% de abundancia. El Acetato de vitamina E, se encontró por primera vez en este extracto con 7,70% de abundancia. Los ésteres de ácidos grasos representaron el 18,14% de la fracción, estando el resto representados por HC de cadena larga (16,68%).

Tabla XVIII. EXTRACTO ACETATO DE ETILO CORTEZA Mimusops Coriácea (ADC) Miq.

% ABUN PICO TR COMPUESTO FG MM % ABUND IDENTIF Palmitato de 1,11 1 27,943 C17H3402 270.46 g/mol 3,07±0,20 metilo 1,75 2 29,274 Palmitato de etilo C₁₈H₃₆O₂ 284.48 g/mol 4,85±0,08

1,24 3 32,454 Oleato de etilo C20 H38 O2 310,51 g/mol 3,43±0,02

Palmitato de C20H40O2 1,36 4 32,816 372,53 g/mol 3,77±0,02 butilo 1,09 5 32,952 Estearato de etilo C₂₀H₄₀O₂ 312,54 g/mol 3,02±0,03

1,13 6 36,472 n-tetracosano C24H50 338.65 g/mol 3,13±0,03

1,20 7 38,058 n-pentacosano C25H52 352.69 g/mol 3,32±0,22

1,91 8 39,591 n-hexacosano C26H54 366,64 g/mol 5,29±0,03

1,78 9 43,863 n-nonacosano C29H60 408,62 g/mol 4,93±0,09

Acetato de 2,78 10 47,283 C31H52O3 472,743 g/mol 7,70±0,17 vitamina E ácido urs-12-en- 20,75 11 51,611 24-oic-3-oxo- C31H48O3 468.722 g / mol 57,48±1,28

metil ester Fuentes: Autores

IV.4.2.3 Caracterización de extracto Alcohólico

A b u n d a n c e

TIC: EACM1.D\ data.ms

9 0 0 0 0 0 0

8 0 0 0 0 0 0

7 0 0 0 0 0 0

6 0 0 0 0 0 0

5 0 0 0 0 0 0

4 0 0 0 0 0 0

3 0 0 0 0 0 0

2 0 0 0 0 0 0

1 0 0 0 0 0 0

1 0 .0 0 1 5 .0 0 2 0 .0 0 2 5 .0 0 3 0 .0 0 3 5 .0 0 4 0 .0 0 4 5 .0 0 5 0 .0 0 T im e --> Figura 17 Cromatogramas gaseosos analíticos de extracto Alcohólico de corteza M. coriácea ADC Miq Fuentes: Autores

Al igual que en las hojas, son mayoritarios los ácidos grasos, fundamentalmente el ácido esteárico o estearina con un porcentaje de abundancia del 58,42% seguido del acidó palmítico con un porcentaje de 27,52%. Que son muy comunes encontrarlos en las grasas vegetales. Se observa también la presencia de alfa amirina.

En esta fracción se detecta la presencia de ácidos grasos insaturados como el ácido linoleico con un porcentaje del 0,70% y el ácido oleico con 1,85% de abundancia, pero estos son minoritarios frente a los saturado como se muestra en la Tabla XIX.

Tabla XIX. EXTRACTO ALCOHÓLICO DE CORTEZA Mimusops Coriácea (ADC) Miq.

% ABUN PICO TR COMPUESTO FG MM % ABUND IDENTIF

1 13,819 Ácido butanodioico (Succínico) C4H6O4 118,09 g/mol 0,15 0,52±0,11

2 20,133 Ácido benzoico C7H6O2 122,12 g/mol 0,08 0,28±0,01

3 26,405 Ácido tetradecanoico (mirístico) C14H28O2 228,3709 g/mol 0,77 2,69±0,14

4 28,375 Ácido pentanoico C5H10O2 102,13 g/mol 0,16 0,56±0,00

5 30,286 Ácido hexadecanoico (palmítico) C16H32O2 256,4 g/mol 7,89 27,52±1,56

6 32,073 Ácido heptadecanoico (margárico) C17H34O2 270,45 g/mol 0,46 1,60±0,10 Ácido 9,12 octadecadienoico 7 33,200 C18H30O2, 278,43 g/mol 0,20 (linoleico) 0,70±0,03

8 33,220 Ácido octadecenoico (oleico) C18H34O2 282.47 g/mol 0,53 1,85±3,49

9 33,855 Ácido octadecanoico (esteárico) C18H36O2 284,48 g/mol 16,75 58,42±0,02

10 37,087 Ácido eicosanoico C20H40O2 312,5304 g/mol 0,20 0,70±0,02

11 45,780 Nonacosano C29H60 408,62 g/mol 0,39 1,36±0,04 12 51,615 Ácido urs-12-en-24-oico-3-oxo-metil C31H48O3 468.722 g / mol 0,89 3,13±0.01 éster Fuentes: Autores

CONCLUSIONES

Los resultados obtenidos permitieron abordar las siguientes conclusiones:

Se identificó la especie vegetal mediante un análisis molecular con marcadores para amplificar el ADN nuclear, y un análisis filogenético para su comprobación, confirmando que la muestra analizada se relaciona genéticamente con la especie vegetal Mimusops coriácea (ADC) Miq.

La cuantificación de fenoles y flavonoides totales de los extractos de las hojas presentaron diferencias con los extractos de la corteza, siendo superiores con los extractos de la corteza.

La actividad antioxidante determinada por los métodos de FRAP, DPPH y ABTS, mostró valores superiores para los extractos de las hojas en todos los casos.

Se diseñó y aplicó un método de extracción sucesiva con Diclorometano, Acetado de etilo y etanol que permitió cuantificar los compuestos presentes en hojas y corteza de Mimusops Coriácea ADC Miq.

RECOMENDACIONES

Analizar las hojas de Mimusops coriácea en diferentes fechas del año, frente a resultados ya obtenidos, conociendo así, si los compuestos presentes se mantienen o varían por la estación climática.

BIBLIOGRAFÍA

1. Abubakar, M., & Majinda, R. (2016). GC-MS Analysis and Preliminary Antimicrobial Activity of Albizia adianthifolia (Schumach) and Pterocarpus angolensis (DC). Medicines, 3(1), 3.doi:10.3390/medicines3010003 2. Baky, M. H., Kamal, A. M., Elgindi, M. R., y Haggag, E. G. (2016). Una revisión sobre compuestos fenólicos de la familia Sapotaceae. Revista de Farmacognosia y Fitoquímica, 5(2), 280. Obtenido de http://www.phytojournal.com/archives/2016/vol5issue2/PartD/5-2-15- 216.pdf Consultado 13 de noviembre de 2018 3. Blainski, A., Lopes, G., y de Mello, J. (2013). Application and Analysis of the FolinCiocalteu Method for the Determination of the Total Phenolic Content from LimoniumBrasiliense L. Molecules, 18(6), 6852– 6865.obtenido de https://www.mdpi.com/1420-3049/18/6/6852/htm Consultado el 24 de Abril de 2019 4. Boonyuen, C., Wangkarn, S., Suntornwat, O., y Chaisuksant, R. (2009). Antioxidant capacity and phenolic content of Mimusops elengi fruit extract. KasetsartJournalofNaturalSciences, 43, 21−27. Obtenido de https://www.sciencedirect.com/science/article/pii/S096399691100086X Consultado 24 de noviembre de 2018 5. Cadena, J. C., Morales, L. P. M., y Arriaga, J. A. L. (2015). El uso de plaguicidas altamente peligrosos en la floricultura en el Estado de México y el efecto sinérgico de las mezclas. Los Plaguicidas Altamente Peligrosos en México, 247. 6. Carranza, E. (2005). Sapotaceae. Flora del bajío y de regiones adyacentes. (132), 2. Obtenido de http://inecolbajio.inecol.mx/floradelbajio/documentos/fasciculos/ordinario s/Sapotaceae%20132.pdf Consultado 01 de noviembre de 2018 7. Chang C, Yang M, Wen H & Chern J. (2002). Estimation of total flavonoid content in propolis by two complementary colorimetric methods. Journal of food and drug analysis; 10(3):178-182.

8. Chen SL., Yao H, Han JP, Liu C, Song JY, et al. (2010) Valitación of the ITS2 region as a novel DNA barcode for identifying medicinal plants species. PLoS One 5: e8613. 9. Chivandi, E., Mukonowenzou, N., & Berliner, D. (2016). The coastal red- milkwood(Mimusopscaffra ) seed: Proximate, mineral, amino acid and fatty acid composition. South AfricanJournal of Botany, 102, 137– 141. Obtenido de https://www.sciencedirect.com/science/article/pii/S0254629915003403 Consultado05 de noviembre de 2018 10. Chlopicka J, Pasko P, Gorinstein S, Jedryas A, Zagrodzki P. (2012). Total phenolic and total flavonoid content, antioxidant activity and sensory evaluation of pseudocereal breads. LWT- Food Science and Technology; 46:548-555. 11. Costa M., y Plumed J., (2016). Monografías botánicas. La arboleda monumental. Jardín Botánico de la Universitad de Valencia. Vol 3 21- 22 Obtenido de http://www.jardibotanic.org/fotos/pdf/publicacion_2_82_LA-ARBOLEDA- MONUMENTAL-ESP.pdf Consultado01 de noviembre de 2018 12. Da Silva Pinho, J. V., y Dos Santos, J. U. M. (2017). En el caso de la familia Sapotaceae Juss (Ericales) en la Vuelta Grande del Río Xingu, Pará-Brasil. Biota Amazônia (BioteAmazonie, Biota Amazonia, Amazonian Biota), 7(3), 8-16.Obtenido de https://periodicos.unifap.br/index.php/biota/article/view/1313/v7n3p8- 16.pdf Consultado02 de noviembre de 2018 13. Fernández, C. F., Febles, C. S., Bernabeu, A. S., y Triana, B. E. G. (2019). Funciones de la vitamina E: Actualización. Rev Cubana Estomatol, 39(1), 28-32. 14. Flores D I., (2017). Relación de la estructura y diversidad de especies de tres familias botánicas con la hojarasca del suelo, en el bosque de Varillal de la RNAM, Loreto, Perú. Obtenido de http://repositorio.unapiquitos.edu.pe/bitstream/handle/UNAP/5004/Danna _Tesis_Titulo_2017.pdf?sequence=1&isAllowed=y%20Consultado%20el %2001/Noviembre/2018Consultado 01 de noviembre de 2018

15. Ganesh G., Abhishek T., Saurabh M., & Sarada NC; (2014). Cytotoxic and apoptosis induction potential of Mimusops elengi L. in human cervical cancer (SiHa) cell line. Journal of King SaudUniversity-Science, 26(4), 333-337. Obtenido de https://www.sciencedirect.com/science/article/pii/S1018364713000724 Consultado el 28 de noviembre de 2018 16. Gu W, Song J, Cao Y, Sun Q, Yao H, et al, (2013) Application of the ITS2 Region for Barcoding Medicinal Plants of Selaginellaceae in Pteridophyta. PLoS ONE 8(6): e67818. Doi:10.1371/ journal.pone,0067818 17. Guimarães P. R., José, J., Galetti, M., & Trigo J R., (2003). Los alcaloides de quinolizidina en las semillas de Ormosiaarborea inhiben la depredación pero no la acumulación de agutíes (Dasyprocta leporina). Journal of chemical ecology, 29(5), 1065-1072. https://link.springer.com/article/10.1023/A:1023817203748 Consultado 01 de noviembre de 2018 18. Gutiérrez Álava, R. S. (2018). Estudio de la composición química en corteza de Mimusops sp (Bachelor'sthesis, Universidad de Guayaquil. Facultad de Ciencias Químicas). Obtenido de http://repositorio.ug.edu.ec/bitstream/redug/28390/1/BCIEQ-T- 0259%20Guti%C3%A9rrez%20%C3%81lava%20Robert%20Steven.pdf Consultado 02 de noviembre de 2018 19. Gutiérrez, Y. I., Scull, R., Delgado, L., Sánchez, A., y Jiménez, C. A. (2016). PARÁMETROS FARMACOGNÓSTICOS Y ACTIVIDAD ANTIOXIDANTE DE Piperadun cumsubspossanum Trel SEGÚN EL LUGAR DE COLECTA/PHARMACOGNOSTIC PARAMETERS AND ANTIOXIDANT ACTIVITY OF PiperaduncumsubspossanumTrel ACCORDING TO THE COLLECTION PLACE. Revista de CienciasFarmacéuticas y Alimentarias, 2(1). 20. Hollingsworth, P.M., Spouge, J.L., Hajibabaei, M., Ratnasingham, S., Bank, M. van der, Chase, M.W., Cowan, R.S., Erickson, D.L., Fazekas, A.J., Graham, S.W., et al (2009). A DNA barcode for land plants Proc. Natl. Acad. Sci.106,12794-12797.

21. Jahan, N., Ahmed, W., & Malik, A. (1995). A lupene-type triterpene from Mimusops elengi. Phytochemistry, 39(1), 255–257. Obtenido de DOI:10.1016/0031-9422(94)00850-s, Consultado 24 de noviembre de 2018 22. Kalaiselvi V, Binu TV & Radha SR. (2016). Preliminary phytochemical analysis of the various leaf extracts of Mimusops elengi L. Suth Indian Journal o Biological Sciences, 2(1). 24-29. Obtenido de ISSN: 2454‐4787 Consultado 15 de noviembre de 2018. 23. Kale A, Gaikwad S, Mundhe K, Deshpande N & Salvekar J. Quantification of phenolics and flavonoids by spectrophotometer from Juglansregia, Int. J. Pharma. BioScs. (2010). 1:1-4 Obtenido de https://www.cabdirect.org/cabdirect/abstract/20113372382 Consultado el 24 de abril de 2019. 24. Kawahara E, Nishiuchi M, Fujii M, Kato K, Ida Y & Akita H. (2005). Chemoenzymaticsynthesis of naturallyoccurringphenethyl (1 → 6)-β-d- glucopyranosides. Heterocycles 65:1461–1470 Obtenido de: https://doi.org/10.1007/s11418-017-1160-z Consultado 24 de noviembre de 2018 25. Kiran HA, Mandal BK, Kumar KM, Maddinedi SB, Kumar TS, Madhiyazhagan P & Ghosh AR; (2014). Antimicrobial and antioxidant activities of Mimusops elengi seed extract mediated isotropic silver nanoparticles. Elsevier 130. 13-18. Ontenido de: https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/24759779 Consultado 09 de noviembre de 2018 26. Kumar H, Savaliya, M, Biswas S, Nayak PG, Maliyakkal N, Manjunath SM, Pai SR; (2015). Assessment of the in vitro cytotoxicity and in vivo antitumor activity of the alcoholic stem bark extract/fractions of Mimusops elengi Linn. Cytotechnology, 68(4). 861 – 877. Obtenido de DOI: 10.1007/s10616-014-9839-4 Consultado 11 de noviembre de 2018 27. Lanzón, A., Guinda Garín, M., Albi, T., y Osa, C. (1995). Método rápido para la determinación de escualeno en aceites vegetales. 28. Laurent G., Nusbaumer L., Garratt R., Randrianaivo R., & Phillipson, P. B. (2012). Mimusops coriacea (A. DC.) Miq.(Sapotaceae): nomenclature, distribution and ecology. Candollea, 67(1), 148-151. Obtenido de

http://www.bioone.org/doi/abs/10.15553/c2012v671a16?journalCode=ca nd Consultado 01 de noviembre de 2018 29. Lavaud, C., Massiot, G., Becchi, M., Misra, G., & Nigam, S. K. (1996). Saponins from three species of Mimusops. Phytochemistry, 41(3), 887- 893. Obtenido de https://www.sciencedirect.com/science/article/abs/pii/0031942295006923 Consultado 23 de noviembre de 2018 30. Li F-W, Kuo L-Y, Rothfels CJ, Ebihara A, Chiou W-L, Windham M & col. (2011). rbel, and matK Earn Two Thumbs Up as the Core DNA Barcode for Ferns PLoS ONE 6 (10): e26597. https;//doi.org/10.1371/journal.pone.002659 31. López, C. R. B., y Courrol, L. C. (2018). Green synthesis of silver nanoparticles with extract of Mimusops coriacea and light. Journal of Luminescence, 199, 183–187 Obtenido de https://www.sciencedirect.com/science/article/pii/S0022231317320653 Consultado 13 de noviembre de 2018 32. Majumdar R., Bag BG., y Ghosh P. (2015). Mimusops elengi bark extract mediated green synthesis of gold nanoparticles and study of its catalytic activity. AppliedNanoscience, 6(4), 521–528. Obtenido de DOI:10.1007/s13204-015-0454-2 Consultado el 28 de Noviembre de 2018 33. Manjeshwar SB, Ramakrishna JP, Harshith PB, Princy LP, Rekha RB; (2011). Chemistry and medicinal properties of the Bakul (Mimusops elengi Linn). Elsevier. 44 1823–1829. Obtenido de: https://www.sciencedirect.com/science/article/pii/S096399691100086X Consultado 01 de noviembre de 2018 34. Memnune S, Hilal Y, Neva G, Bulent C, Zeynep E and Sezai E. (2009) Total phenolic content, antioxidant and antimicrobial activities of some medicinal plants. Pak. J. Pharm ;22(1):102-106 Obtenido de https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/19168430Consultado el 24 de Abril de 2019. 35. Mishra N., Pareek A., (2014). Usos tradicionales, fitoquímica y farmacología de Mimusops hexandraRoxb, Avances en Farmacéutica y Etnomedicina 2 (2): 32 - 35 Obtenido de

http://nexusacademicpublishers.com/uploads/files/Nexus_524.pdf Consultado 13 de noviembre de 2018 36. Misra, G., & Mitra, C. R. (1967). Constituents of fruit and seeds of Mimusops elengi. Phytochemistry, 6, 453. Obtenido de https://www.sciencedirect.com/science/article/pii/S096399691100086X Consultado 24 de noviembre de 2018 37. Misra, G., & Mitra, C. R. (1968). Constituents of leaves, hard wood and root of Mimusops elengi. Phytochemistry, 7, 501−502. Obtenido de https://www.sciencedirect.com/science/article/pii/S096399691100086X Consultado 24 de noviembre de 2018 38. Mngadi, S., Moodley, R., &Jonnalagadda, S. B. (2017). Composición elemental y valor nutricional de los frutos comestibles de la madera roja de la leche costera (Mimusops caffra) y el impacto de la calidad del suelo en sus características químicas. Revista sobre ciencia medioambiental y salud, Part B, 52(7), 435–445. Obtenido de https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/28353397 Consultado 13 de noviembre de 2018 39. Molla, M., Gemeda, N., &Abay, S. M. (2017). Investigating Potential Modes of Actions of Mimusops kummel Fruit Extract and Solvent Fractions for Their Antidiarrheal Activities in Mice. Evidence- BasedComplementary and Alternative Medicine, 2017, 1–11. Obtenido de https://www.hindawi.com/journals/ecam/2017/4103410/abs/ Consultado 13 de noviembre de 2018 40. Morikawa, T., Manse, Y., Koda, M., Chaipech, S., Pongpiriyadacha, Y., Muraoka, O., &Ninomiya, K. (2018). Two new aromatic glycosides, elengiosides A and B, from the flowers of Mimusops elengi. Journal of natural medicines, 72(2), 542-550. Obtenido de: https://doi.org/10.1007/s11418-017-1160-z Consultado 24 de noviembre de 2018 41. Nagakannan, P., Shivasharan, B. D., Thippeswamy, B. S., Veerapur, V. P., & Bansal, P. (2012). Protective effect of hydroalcoholic extract of Mimusops elengi Linn. flowers against middle cerebral artery occlusion induced brain injury in rats. Journal of Ethnopharmacology, 140(2), 247–

254. Obtenido de DOI:10.1016/j.jep.2012.01.012 consultado 24 de noviembre de 2018 42. NCBI. (2013). National Center for Biotechnology Information. Moléculas Orgánicas. 43. Parikh, B. y Patel, V. H. (2017). Quantification of phenolic compounds and antioxidant capacity of an underutilized Indian fruit: Rayan [Manilkarahexandra (Roxb.) Dubard]. Food Science and Human Wellness, 6(1), 10-19. 44. Pękal, A., &Pyrzynska, K. (2014). Evaluation of Aluminium Complexation Reaction for Flavonoid Content Assay. Food Analytical Methods, 7(9), 1776–1782. Obtenido de https://link.springer.com/article/10.1007/s12161-014-9814-x Consultado el 24 de Abril de 2019. 45. Pingili, D., Awasthi, A., &Amminbavi, D. (2016). Assessment of in vitro antiarthritic activity of Manilkarahexandra (Roxb.) Dubard leaf extract. Annals of Phytomedicine-An International Journal, 5(2), 152- 155.Obtenido de http://ukaazpublications.com/attached/publications/Divya%20Pingili%20( 152-155).pdf Consultado 06 de Enero de 2019. 46. Pourmorad F, Hosseinimerhr SJ, Shahabimajd N. (2006). Antioxidant activity, phenol and flavonoid contents of some selected Iranian medicinal plants. AfricanJournal of Biotechnology; 5(11):1142-1145. Obtenido dehttp://www.academicjournals.org/app/webroot/article/article137977052 2_Pourmorad%20et%20al.pdf Consultado el 24 de abril de 2019. 47. Rathinamala, J., Anjana, J. C., Sruthy, P. B., &Jayashree, S. (2017). Detección de fitoquímicos y análisis GC-MS de compuestos bioactivos de Mimusops elengi. Annals of PharmaResearch, 1(2), 32-34.Obtenido de http://www.annalsofpharmaresearch.com/index.php/apr/article/view/22/1 7 Consultado 05 de noviembre de 2018 48. Santos, R., Silva., Veríssimo, R..,Lúcio, I., Campesatto, E., Conserva, L., & Bastos, M. (2015). Estudio del potencial antimicrobiano y citotóxico de la especie Pouteria venosa (Sapotaceae). Revista Brasileña de Plantas

Medicinales, 17(3), 367-373.Obtenido de http://www.scielo.br/pdf/rbpm/v17n3/1516-0572-rbpm-17-3-0367.pdf Consultado 01 de noviembre de 2018 49. Schlickmann, F., Mota da Silva, L., Boeing, T., BordignonSomensi, L., de MouraBurci, L., Santin, J. R.,Faloni de Andrade, S. (2015). Gastroprotectivebio-guidingstudy of fruitsfrom Mimusops balata. Naunyn-Schmiedeberg’s Archives of Pharmacology, 388(11), 1187– 1200.doi:10.1007/s00210-015-1156-8 Obtenido de: https://link.springer.com/article/10.1007/s00210-015-1156-8 Consultado 06 de Enero de 2019 50. Sen, S., Sahu, N. P., &Mahato, S. B. (1995). Pentacyclic triterpenoids from Mimusops elengi. Phytochemistry, 38(1), 205-207. Obtenido de https://www.sciencedirect.com/science/article/abs/pii/0031942294006195 Consultado 23 de noviembre de 2018 51. Shahwar D, Asam M; (2012). Antioxidant potential of phenolic extracts of Mimusops elengi. Elsevier. 2(7). 547 – 550. Obtenido de: https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/23569968 Consultado 01 de noviembre de 2018. 52. Shimoda K, Kondo Y, Nishida T, Hamada H, Nakajima N, Hamada H (2006) Biotransformation of thymol, carvacrol, and eugenol by cultured cells of Eucalyptus perriniana. Phytochemistry 67:2256–2261 Obtenido de: https://doi.org/10.1007/s11418-017-1160-z Consultado 24 de noviembre de 2018 53. Sinasson S., G. K., Shackleton, C. M., Assogbadjo, A. E., &Sinsin, B. (2017). Local Knowledge on the Uses, Habitat, and Change in Abundance of Multipurpose Mimusops Species in Benin. EconomicBotany, 71(2), 105–122. Obtenido de https://link.springer.com/article/10.1007/s12231-017-9370-6 Consultado 05 de noviembre de 2018 54. SinassonSanni, G. K., Shackleton, C. M., &Sinsin, B. (2017). Fenología reproductiva de dos especies de Mimusops en relación con el clima, el diámetro de los árboles y la posición del dosel en Benin (África Occidental). Revista Africana de Ecología, 56(2), 323–333. Obtenido de

https://onlinelibrary.wiley.com/doi/abs/10.1111/aje.12457 Consultado 05 de noviembre de 2018 55. Singh N, Singh SK; (2016). Aqueous fruit extract of Mimusops elengi causes reversiblesuppression of spermatogenesis and fertility in male mice. Andrología. XX. 1-10. Obtenido de: https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/27489141 Consultado 10 de noviembre de 2018 56. Sircar B, Mandal S; (2016). Antibacterial Activity of Mimusops elengi Leaf, Seed and Bark Extracts Alone and in Combination with Antibiotics against Human Pathogenic Bacteria. TranslMed (Sunnyvale). 6(4). 2-6. Obtenido de DOI: 10.4172/2161-1025.1000187 Consultado 09 de noviembre de 2018. 57. Suedee A., Tewtrakul S., y Panichayupakaranant P. (2014). Anti-HIV-1 integrase activity of Mimusops elengi leaf extracts. Pharmaceuticalbiology, 52(1), 58-61. Obtenido de https://doi.org/10.3109/13880209.2013.810649 Consultado el 28 de noviembre de 2018 58. Szőllősi, R. Szőllősi-Varga I. Total antioxidant power in some species of Labiatae, adaptation of FRAP method. Acta Biol. Szeged. 2002; 46:125- 127. 59. Tamayo-Castillo G, Vásquez V, Rios MI, Rodriguez MV, Solano G, Zacchino S, Gupta MP (2013) Isolation of major components from the roots of Godmaniaaesculifolia and determination of their antifungal activities. Planta Med 79:1749–1755 Obtenido de: https://doi.org/10.1007/s11418-017-1160-z Consultado 24 de noviembre de 2018 60. Triono Teguh, Brown Anthony H. D., West Judy G., Crisp Michael D. (2007) A phylogeny of Pouteria (Sapotaceae) from Malesia and Auastralasia. Australian Systematic Botany 20, 107-118. https:// doi.org/10.1071/SB06011. 61. Villegas A., Escobar C. M., Arrieta G., Berdeja R., (2016). Zapote Mamey [Poteriasapota (Jacq) Moore &Stearn], Diverisidad y usos. Agroproductividad. Vol 9(4) 47-58. Obtenido de https://www.thefreelibrary.com/ZAPOTE+MAMEY+%5BPouteria+sapota

+(Jacq.)+Moore+%26+Stearn%5D%2C+DIVERSIDAD+Y...- a0535100914Consultado 01 de noviembre de 2018 62. WCSP. 2017. “Lista de verificación mundial de familias de plantas seleccionadas: Royal Botanic Jardines, Kew.”Publicado en internet. Obtenido de http://wcsp.science.kew.org/furtherInformation.do;jsessionid=B01E8F131 A67A2CB478ADF435F17D721.kppapp06-wcsp?name_id=128367 Consultado 10 de noviembre de 2018 63. Wu X, Wang Y, Huang X-J, Fan C-L, Wang G-C, Zhang X-Q, Zhang Q- W, Ye W-C (2011) Three new glycosides from Hylocereusundatus. J AsianNatProd Res 13:728–733 Obtenido de: https://doi.org/10.1007/s11418-017-1160-z Consultado 24 de noviembre de 2018 64. ZHAO, M. L., WANG, J. N., Shan, W., FAN, J. G., KUANG, J. F., WU, K. Q., ... & LU, W. J. (2013). Induction of jasmonate signalling regulators MaMYC2s and their physical interactions with MaICE1 in methyl jasmonate‐induced chilling tolerance in banana fruit. Plant, cell & environment, 36(1), 30-51.

GLOSARIO

 Agente antimutagenico: Fármacos que reducen la frecuencia o la tasa de mutaciones espontáneas o inducidas, independientemente del mecanismo implicado.  Alcaloides: Son aquellos metabolitos secundarios de las plantas sintetizados, generalmente, a partir de aminoácidos, que tienen en común su hidrosolubilidad a pH ácido y su solubilidad en solventes orgánicos a pH alcalino. Los alcaloides verdaderos derivan de un aminoácido; por lo tanto son nitrogenados.  Bifurcado: De dos puntas o con forma de horquilla. En botánica, muy empleado, para referirse a órganos diversos de forma ahorquillado o dicótomo.  Elíptico: Curva plana convexa y cerrada, con dos ejes de simetría que se cortan perpendicularmente) o de forma de elipse  Estaminodos: Estambre rudimentario, estéril o abortado. Esto significa que no produce polen. Los estaminodios están frecuentemente disimulados y parecen estambres, normalmente ocurre en el verticilo interior de la flor.  Esterol: Son esteroides con 27 a 29 átomos de carbono. Su estructura química deriva del ciclo pentanoperhidrofenantreno o esterano, una molécula de 17 carbonos formada por tres anillos hexagonales y uno pentagonal.  Filogenia: Origen, formación y desarrollo evolutivo general de una especie biológica.  Flavonoides: Serie de metabolitos secundarios de las plantas. Son sintetizados a partir de una molécula de fenilalanina y 3 de malonil-CoA, a través de lo que se conoce como "vía biosintética de los flavonoides", cuyo producto, la estructura base, se cicla gracias a una enzima isomerasa.  Latex: Suspensión acuosa coloidal compuesta de algunas grasas, ceras y diversas resinas gomosas obtenida a partir del citoplasma de las células laticíferas presentes en algunas plantas angiospermas y hongos. Es frecuentemente blanco, aunque también

puede presentar tonos anaranjados, rojizos o amarillentos dependiendo de la especie, y de apariencia lechosa.  Lupeol: Es un principio activo triterpenoides  Maceración: Proceso de extracción sólido-líquido. El producto sólido (materia prima) posee una serie de compuestos solubles en el líquido extractante que son los que se pretende extraer.  Marcadores ITS: Marcadores genéticos basados en el ADN nuclear o mitocondrial de invertebrados son usados en genética de poblaciones como marcadores de polimorfismo entre individuos, especies o poblaciones.  Quercetina: Flavonol que se encuentra presente generalmente como O - glicósidos en altas concentraciones tanto en frutas como en verduras en especial en la cebolla. Es el flavonoide más abundante y habitual en la dieta humana. Forma parte de otros flavonoides, como la naringenina o la rutina, que tienen grupos de azúcar unidos a ella.  Saponina: Son glucósidos de esteroides o de triterpenoides, llamadas así por sus propiedades semejantes a las del jabón, cada molécula está constituida por un elemento soluble en lípidos (el esteroide o el triterpenoide) y un elemento soluble en agua (el azúcar), y forman una espuma cuando se las agita en agua.  Sépalo: Hoja que forma el cáliz de una flor.  Tanino: Describe ciertas sustancias orgánicas que servían para convertir las pieles crudas de animales en cuero, proceso conocido en inglés como tanning ("curtido", en español).  Tricoma: Son excrecencias de origen epidérmico, de formas muy variables y glandulares o no, presentes en vegetales. Pueden hallarse vivos o muertos a su madurez y tienen caracteres suficientemente constantes en distintas especies como para llegar a tener mucho valor en la identificación de plantas.  Triterpeno: son los terpenos de 30 carbonos. Son por lo general generados por la unión cabeza-cabeza de dos cadenas de 15 carbonos, cada una de ellas formada por unidades de isopreno unidas cabeza- cola.

ANEXOS

Anexo 1. Tratamiento de la muestra

ESPECIMENES TRITURADOS PROCESO DESECADO

Anexo 2. Espécimen pesado para extracción de grasas

Anexo 3. Proceso de extracción por soxhlet y rotaevaporación

Anexo 4. Medición del rendimiento de grasas extraídas por soxhlet

Anexo 5. Proceso de Maceración diclorometano, acetato de etilo y alcohólica

Anexo 6. Proceso de filtración extractos

2 AGITACIÓN 1 ETIQUETADO

3 FILTRADO 4 ALMACENAMIENTO