Campus Veterinaire De Lyon

VETAGRO SUP CAMPUS VETERINAIRE DE LYON

Année 2019 - Thèse n°093

LES AUTOVACCINS EN MEDECINE VETERINAIRE, UTILISATIONS CHEZ LES RUMINANTS, PERSPECTIVES ET REGLEMENTATION

THESE

Présentée à l’UNIVERSITE CLAUDE-BERNARD - LYON I (Médecine - Pharmacie) et soutenue publiquement le 25 novembre 2019 pour obtenir le grade de Docteur Vétérinaire

par

BESSON Romain Né le 22 mai 1995 à Paris (75)

VETAGRO SUP CAMPUS VETERINAIRE DE LYON

Année 2019 - Thèse n°093

LES AUTOVACCINS EN MEDECINE VETERINAIRE, UTILISATIONS CHEZ LES RUMINANTS, PERSPECTIVES ET REGLEMENTATION

THESE

Présentée à l’UNIVERSITE CLAUDE-BERNARD - LYON I (Médecine - Pharmacie) et soutenue publiquement le 25 novembre 2019 pour obtenir le grade de Docteur Vétérinaire

par

BESSON Romain Né le 22 mai 1995 à Paris (75)

REMERCIEMENTS AU JURY

A Monsieur le Professeur Frédéric Bérard, De l’Université Claude Bernard – Faculté de médecine Lyon Sud – Charles Merieux, Pour m’avoir fait l’honneur d’accepter la présidence du jury, Hommages respectueux.

A Monsieur le Professeur Didier Pin, De VetAgro-sup Campus Vétérinaire de Lyon, Pour m’avoir fait l’honneur d’encadrer et corriger ce travail, Mes sincères remerciements.

A Madame la Docteure Claire Becker, De VetAgro-sup Campus Vétérinaire de Lyon, Pour m’avoir fait l’honneur de participer activement à la réalisation de ce travail, Mes sincères remerciements.

A Monsieur le Docteur Thibaut Lurier, De VetAgro-sup Campus Vétérinaire de Lyon, Pour m’avoir apporté votre aide précieuse, Ma sincère reconnaissance.

REMERCIEMENTS PERSONNELS

A Monsieur le Docteur Hervé Morin, Directeur relations clientèle et support technique Filavie, Pour avoir rendu ce travail possible, Remerciements appuyés.

Aux vétérinaires praticiens ayant participé à l’enquête, Pour leur patience, leur bienveillance et leur soutien, Mes sincères remerciements.

TABLE DES MATIERES

TABLE DES ANNEXES ...... 15 TABLE DES FIGURES ...... 17 TABLE DES TABLEAUX ...... 19 LISTE DES ABREVIATIONS ...... 21 INTRODUCTION ...... 23 PREMIERE PARTIE : RAPPELS D’IMMUNOLOGIE ...... 25 I. Immunité innée et spécifique ...... 25 A. Immunité innée ...... 25 1. Barrières permanentes ...... 25 2. Barrières inductibles ...... 26 B. Immunité spécifique ou adaptative...... 29 1. Les cellules de l’immunité adaptative ...... 29 2. Interactions entre CPA et LT ...... 31 3. Réponse immunitaire à médiation cellulaire (RIMC) ...... 31 4. Réponse immunitaire à médiation humorale ...... 32 C. Application à l’immunité antibactérienne ...... 35 1. Immunité innée ...... 35 2. Immunité adaptative ...... 36 3. Mécanismes d’évasion développés par les bactéries ...... 36 II. Immunisation et vaccination ...... 37 A. Immunisation passive ...... 38 B. Immunisation active ...... 38 1. La vaccination : définition et généralités ...... 38 2. Propriétés du vaccin idéal ...... 39 3. Différents types de vaccins ...... 39 4. Voies d’administration ...... 43 5. Vaccins multivalents et interférence vaccinale ...... 44 6. Déroulement de la réponse immunitaire post-vaccinale ...... 44 7. Les adjuvants vaccinaux ...... 46 8. Immunité néonatale et interférence immunitaire causée par les anticorps maternels lors de la vaccination ...... 52 9. Effets secondaires liés à la vaccination ...... 58 DEUXIEME PARTIE : LES AUTOVACCINS EN MEDECINE VETERINAIRE, REGLEMENTATION ET FABRICATION 63 I. Réglementation s’appliquant aux autovaccins en médecine vétérinaire ...... 63

A. Définition et généralités ...... 63 B. Prescription ...... 63 C. Autorisation de fabrication...... 64 D. Encadrement légal des pratiques de préparation ...... 64 E. Exigences en matière de pharmacovigilance pour l’établissement producteur ...... 66 F. Particularités de la réglementation concernant les autovaccins à destination des ruminants ...... 66 1. Evolutions de la réglementation depuis 2001 ...... 66 2. Evaluation du risque de transmission du prion par les autovaccins à usage vétérinaire ...... 66 3. Particularités liées à la réautorisation des autovaccins à destination des ruminants ...... 68 G. Exigences réglementaires s’appliquant au vétérinaire prescripteur d’autovaccins...... 70 H. Autres réglementations affectant le producteur d’autovaccins ...... 71 I. Réglementation en vigueur dans les autres pays de l’Union Européenne...... 72 1. Etat des lieux des réglementations ...... 72 2. Un changement de réglementation : vers une harmonisation ...... 72 J. Cas particuliers des autovaccins viraux ...... 73 II. Les autovaccins en médecine vétérinaire : Pourquoi et quand les utiliser ? ...... 74 A. Pour répondre à la raréfaction du médicament vétérinaire ...... 74 B. Une solution pour lutter contre l’émergence de résistances aux antibiotiques ...... 75 C. Dans quels cas utiliser un autovaccin ? ...... 75 1. En cas de maladie émergente ...... 75 2. Lors de l’absence d’un vaccin avec AMM pour une affection mineure ou une espèce animale de destination mineure ou en cas de sérotypes multiples, lorsqu’il n’existe pas de vaccins commercialisés avec le sérotype en question ...... 76 3. En cas d’inefficacité d’un vaccin avec AMM ...... 77 4. En cas de vaccin avec AMM pour une autre espèce animale ou un autre stade de production que celui visé par la vaccination ...... 78 5. En cas d’impossibilité technique d’utiliser le vaccin avec AMM ...... 78 6. En cas de rupture de stock d’un vaccin avec AMM ...... 79 7. Répartition des demandes de dérogation par couple espèce pathogène – espèce animale adressées à l’Anses entre 2014 et mi-juillet 2019 ...... 79 D. Etat des lieux actuels de l’utilisation des autovaccins à usage vétérinaire en France ...... 81 1. Marché des autovaccins en France ...... 81 2. Répartition par espèces de destination ...... 82 3. Couples espèce pathogène – espèce animale de destinations autorisées pour au moins l’un des préparateurs d’autovaccins en France en août 2019 ...... 82 III. Fabrication des autovaccins à usage vétérinaire ...... 83 A. Conception des locaux ...... 83

B. Réception de la souche, contrôles et caractérisation de la souche ...... 84 C. Repiquages réglementaires ...... 85 D. Préparation de la semence primaire ...... 85 E. Multiplication de la bactérie ...... 86 F. Récolte des bactéries...... 86 G. Inactivation ...... 87 H. Assemblage du produit fini ...... 87 1. Préparation de l’adjuvant ...... 87 2. Constitution du vaccin ...... 88 I. Etiquetage...... 89 J. Contrôles finaux et libération du lot ...... 90 TROISIEME PARTIE : LES AUTOVACCINS A USAGE VÉTÉRINAIRE, FOCUS SUR LEURS UTILISATIONS CHEZ LES RUMINANTS DEPUIS LEUR REAUTORISATION ...... 93 I. Les autovaccins vétérinaires à destination des ruminants : État des lieux des besoins et des connaissances actuelles...... 93 A. Etat des lieux des carences de vaccins avec AMM à destination des ruminants ...... 93 1. Vaccins bactériens à destination des ruminants disponibles en France ...... 93 2. Carences en spécialités immunologiques à destination des ruminants...... 96 B. Le marché des autovaccins à destination des ruminants depuis leur réautorisation ...... 97 1. Marché français des autovaccins depuis leur réautorisation ...... 97 2. Comparaison avec un pays limitrophe : la Belgique...... 98 3. Liste des agents pathogènes autorisés pour les établissements préparateurs ...... 98 C. Les autovaccins chez les ruminants, appréciation de leur efficacité dans la littérature ...... 100 1. Données disponibles...... 100 2. Des essais d’autovaccins variés ...... 101 3. Échecs vaccinaux ...... 108 D. Autovaccins et effets secondaires ...... 112 1. Réactions vaccinales consécutives à l’utilisation d’un autovaccin chez des ruminants dans la littérature ...... 112 2. Essais réalisés avant emploi de l’autovaccin ...... 112 3. Réactions vaccinales déclarées après autovaccination ...... 113 4. Nature des effets secondaires liés à l’utilisation d’autovaccins ...... 114 II. Exploitation d’un questionnaire à destination des vétérinaires praticiens ayant eu recours aux autovaccins à destination des ruminants ...... 116 A. Matériels et méthode ...... 116 1. Contexte ...... 116 2. Elaboration du questionnaire ...... 116

3. Population étudiée ...... 117 4. Choix du mode de diffusion ...... 117 5. Durée de l’enquête ...... 117 B. Étude des réponses obtenues ...... 117 1. Description générale ...... 117 2. Description de l’utilisation d’autovaccins pour chacune des affections rencontrées...... 123 C. Discussion ...... 137 III. De la prise de décision à l’injection, démarche pratique à destination des vétérinaires praticiens ...... 139 A. Rappels réglementaires ...... 139 B. Gestion du relationnel avec l’éleveur ...... 140 C. Contexte propice à la préparation d’autovaccins ...... 140 D. Estimation des coûts et des délais ...... 141 1. Estimation des coûts ...... 141 2. Estimation des délais ...... 141 E. Analyse des solutions thérapeutiques disponibles ...... 142 1. Cas général ...... 142 2. Cas particuliers ...... 143 F. De la réalisation des prélèvements à l’isolement bactérien ...... 146 1. Prélèvements ...... 146 2. Envoi au laboratoire ...... 148 3. Caractérisation de l’isolement et identification bactérienne ...... 149 4. Rédaction des documents officiels Cerfa N°15696*01 et ordonnance de prescription ...... 150 G. Les paramètres à fixer par le vétérinaire prescripteur pour la préparation de l’autovaccin ...... 150 1. Choix des flaconnages ...... 150 2. Choix de la composition du vaccin ...... 151 3. Choix du schéma vaccinal ...... 151 4. Choix de la voie d’injection ...... 152 H. Précautions de conservation et d’injection ...... 152 1. Conservation et délivrance des autovaccins ...... 152 2. Préparation du vaccin ...... 152 3. Injection ...... 152 4. Réalisation d’un test d’innocuité sur quelques individus ...... 153 I. Gestion de l’utilisation d’autovaccins dans la durée ...... 153 J. Effets secondaires et responsabilité du vétérinaire ...... 154 K. En cas d’auto-injection accidentelle ...... 155 CONCLUSION ...... 157

BIBLIOGRAPHIE ...... 159 ANNEXES ...... 171

TABLE DES ANNEXES

Annexe 1 : Cerfa N°15696*01 relatif au prélèvement de matrices pour l’isolement de bactéries en vue de la préparation d’un autovaccin à usage vétérinaire destiné aux ruminants (bovin, ovin ou caprin) ...... 172 Annexe 2 : Modèle d’ordonnance contenant les informations réglementaires nécessaires à la prescription d‘un autovaccin à destination de ruminants ...... 173 Annexe 3 : Bilan des agents pathogènes autorisés par espèce de destination en août 2019 ...... 174 Annexe 4 : Questionnaire envoyé aux vétérinaires praticiens ayant prescrit des autovaccins préparés par le laboratoire partenaire ...... 183

TABLE DES FIGURES

Figure 1 : Inhibition de l’action des LB par les Ig maternelles via le CD32 ...... 56 Figure 2 : Cascade d'évènements pouvant conduire à transmettre le prion via un autovaccin ...... 67 Figure 3 : Evolution de la répartition des principaux sérotypes de Pasteurelles reçus par le laboratoire partenaire entre 1995 et 2015 ...... 77 Figure 4 : Répartition des ruptures de vaccins sur la période 2014-2016 par espèce animale de destination 79 Figure 5 : Estimation du nombre de doses d'autovaccins produites en France de 2010 à 2018 ...... 81 Figure 6 : Estimation de la répartition des doses d'autovaccins produites en 2011 et en 2018 en fonction des espèces de destination ...... 82 Figure 7 : Représentation schématique de l'organisation d'un laboratoire préparateur d'autovaccins ...... 83 Figure 8 : Autoclaves permettant de stériliser le matériel avant de rentrer dans une zone contrôlée ...... 84 Figure 9 : Caractérisation des souches réceptionnées ...... 85 Figure 10 : Mise en étuve des boîtes de Roux ensemencées ...... 86 Figure 11 : Différents flacons disponibles ...... 89 Figure 12 : Conditionnement des vaccins en Zone Blanche ...... 89 Figure 13 : Exemple d'étiquettes apposées sur les flacons d'autovaccins à usage vétérinaire ...... 90 Figure 14 : Schéma récapitulatif des différentes étapes de préparation d'un autovaccin ...... 91 Figure 15 : Répartition des espèces bactériennes concernées par la préparation d'autovaccins à destination de bovins en fonction du nombre d'exploitations les ayant utilisés ...... 118 Figure 16 : Répartition des espèces bactériennes concernées par la préparation d'autovaccins à destination de caprins en fonction du nombre d'exploitations les ayant utilisés ...... 119 Figure 17 : Répartition des espèces bactériennes concernées par préparation d'autovaccins à destination d’ovins en fonction du nombre d'exploitations les ayant utilisés...... 120 Figure 18 : Nombre d’exploitations ayant mis en place l’autovaccination pour chacune des affections rencontrées chez les bovins ...... 120 Figure 19 : Nombre d’exploitations ayant mis en place l’autovaccination pour chacune des affections rencontrées chez les caprins ...... 121 Figure 20 : Affections ayant mené à la préparation d'autovaccins chez les ovins ...... 121 Figure 21 : Représentation de la prévalence des avortements après utilisation de l'autovaccination dans 4 élevages en fonction de la prévalence des avortements avant l’utilisation de l’autovaccin ...... 125 Figure 22 : Évaluation subjective de l'action d'autovaccins utilisés pour prévenir les avortements à salmonelles chez des ovins pour chaque exploitation ...... 126 Figure 23 : Représentation de la prévalence des affections ciblées après utilisation de l'autovaccination dans 6 élevages en fonction de la prévalence de la maladie avant l’utilisation de l’autovaccin ...... 128 Figure 24 : Évaluation subjective de l'action d'autovaccins utilisés pour prévenir certaines maladies néonatales des bovins pour chaque exploitation ...... 129 Figure 25 : Représentation de la prévalence des maladies respiratoires ciblées après utilisation de l'autovaccination dans 3 élevages en fonction de la prévalence de la maladie avant l’utilisation de l’autovaccin...... 131 Figure 26 : Évaluation subjective de l'action d'autovaccins utilisés pour prévenir certaines maladies respiratoires pour chaque exploitation ...... 131 Figure 27 : Arbre décisionnel pour vérifier la possibilité ou non de réalisation d’un autovaccin ...... 145 Figure 28 : Emballages réglementaires pour l’envoi de matières biologiques de catégorie B ...... 149

TABLE DES TABLEAUX

Tableau I : Exemples parmi les principaux PRR associés à leur PAMP respectifs ...... 27 Tableau II : Propriétés et fonctions des différentes classes d'immunoglobulines chez trois espèces de mammifères ...... 35 Tableau III : Résumé des propriétés, avantages et inconvénients des vaccins inertes et vivants ...... 42 Tableau IV : Résumé des propriétés des réponses immunitaires primaire et secondaire ...... 46 Tableau V : Différents modes d'action des émulsions vaccinales ...... 50 Tableau VI : Exemples de systèmes d'adjuvants utilisés pour la mise au point de vaccins ...... 52 Tableau VII : Exemples d'inhibition de séroconversion par les anticorps maternels lors d'épreuves vaccinales...... 54 Tableau VIII : Proportions des différentes des réactions vaccinales ...... 59 Tableau IX : Comparatif simplifié des caractéristiques réglementaires entre vaccins conventionnels et autovaccins ...... 71 Tableau X : Agents pathogènes émergents ayant justifié la préparation d'autovaccins ...... 75 Tableau XI : Exemples pour lesquels il n’existe pas de vaccin avec AMM pour le stade de production ou l’espèce concernée ...... 78 Tableau XII : Agents pathogènes ayant fait l'objet d'une demande de dérogation pour la fabrication d'autovaccins entre 2014 et mi-juillet 2019 ...... 80 Tableau XIII : Adjuvants et substances entrant dans la composition d'adjuvants autorisés pour entrer dans la composition d'autovaccins à usage vétérinaires au 23/08/2019 ...... 87 Tableau XIV : Vaccins antibactériens à destination des ruminants disposant d'une AMM en France au 01/08/19 ...... 93 Tableau XV : Couples espèce pathogène – espèce animale cible d'intérêt pour la préparation d'autovaccins à destination des ruminants ...... 97 Tableau XVI : Agents pathogènes autorisés en août 2019 à destination des ruminants ...... 99 Tableau XVII : Tableau récapitulatif des essais d'utilisation d'autovaccins bactériens à destination de ruminants disponible dans la littérature ...... 102 Tableau XVIII : Déclarations de pharmacovigilance entre le 01/01/2014 et le 19/06/2019 traitant d’une réaction vaccinale chez l'espèce animale cible consécutive à l’utilisation d’un autovaccin ...... 113 Tableau XIX : Répartition des volumes d'autovaccins produits et du nombre d'exploitations concernées en fonction de l'espèce animale de destination ...... 118 Tableau XX : Prélèvements réalisés en fonction des symptômes ...... 122 Tableau XXI : Symptomatologie dans les élevages caprins concernés par la préparation d'autovaccins à base de mycoplasmes ...... 132 Tableau XXII : Évaluation des résultats obtenus après utilisation d'autovaccins mycoplasmes dans les élevages caprins ...... 134 Tableau XXIII : Description des effets secondaires rapportés après injection d'un autovaccin contenant un adjuvant huileux ...... 136 Tableau XXIV : Matrices autorisées pour la réalisation du prélèvement en vue de produire un autovaccin en fonction de l'espèce animale de destination ...... 146

LISTE DES ABREVIATIONS

ADCC : Antibody-dependent cellular cytotoxicity = Cytotoxicité à médiation cellulaire dépendante des anticorps ADN : Acide désoxyribonucléique ADR : Accord européen relatif au transport international des marchandises dangereuses par route AMM : Autorisation de mise sur le marché ANMV : Agence nationale du médicament vétérinaire Anses : Agence nationale de sécurité sanitaire de l'alimentation, de l'environnement et du travail ATU : Autorisation temporaire d’utilisation BCR : Récepteur des cellules B BPP : Bonnes pratiques de préparation BSE : Bilan sanitaire d'élevage BVD : Diarrhée virale bovine CAM : Complexe d’attaque membranaire CD : Cluster de différenciation CMH : Complexe majeur d’histocompatibilité CPA : Cellule présentatrice d’antigènes CSP : Code de la santé publique CTL : Lymphocyte T cytotoxique DAMP : Damage-associated molecular patterns = Motif moléculaire associé aux dégâts EDTA : Acide éthylènediaminetétraacétique E/H : Émulsion eau dans huile ESB : Encéphalopathie spongiforme bovine ESST : Encéphalopathie subaiguë spongiforme transmissible Fc : Région constante des immunoglobulines GTV : Groupements techniques vétérinaires H/E : Émulsion huile dans eau HT : Hors taxes IBR : Rhinotrachéite infectieuse bovine IFN : Interféron Ig : Immunoglobulines IL : Interleukine LB : Lymphocyte B LMR : Limite maximale de résidus LPS : Lipopolysaccharides LT : Lymphocyte T MAKePS : Mammite, Arthrite, Kératite, Pneumonie et Septicémie MALDI-TOF : Matrix Assisted Laser Desorption Ionisation - Time of Flight MBL : Mannose Binding Lectin NK : Natural Killer = Cellule tueuse naturelle PAMP : Pathogen-associated molecular pattern = Motif moléculaire associé aux pathogènes PCR : Réaction en chaîne par polymérase PNRP : Prion protéine PRR : Pattern recognition receptor = Récepteurs de reconnaissance de motifs moléculaires RCP : Résumé des caractéristiques du produit RFSA : Réseau français pour la santé animale

RIMC : Réponse immunitaire à médiation cellulaire RIMH : Réponse immunitaire à médiation humorale SIMV : Syndicat de l’industrie du médicament et réactif vétérinaires TCR : Récepteurs des cellules T TLR : Toll-like receptors = Récepteurs de type Toll TNF : Tumor necrosis factor = Facteur de nécrose tumorale UE : Union Européenne

INTRODUCTION

Depuis des décennies, la vaccination a été le moyen médical le plus efficace pour contrôler les maladies infectieuses. Dans la grande famille des spécialités immunologiques, les autovaccins sont des spécialités thérapeutiques à part. Après avoir été produits et utilisés couramment, ils sont progressivement tombés en désuétude.

Depuis 2005, la réglementation française régulant leur production et leurs usages s’est progressivement durcie. La majorité des préparateurs ne pouvant satisfaire aux nouvelles exigences ont cessé d’exercer cette activité. Les acteurs restants se sont professionnalisés pour assurer une production respectant les normes de qualité et de sécurité décrites. Ainsi, un très faible nombre d’acteurs se partagent, aujourd’hui, un marché français en croissance continue, mais qui reste sans commune mesure avec le marché des spécialités immunologiques disposant d’une Autorisation de mise sur le marché (AMM).

La réglementation prévoit et limite l’utilisation des autovaccins à des contextes exceptionnels en l’absence de recours possible à une spécialité disposant d’une AMM. Sans pouvoir démontrer leur efficacité ou même leur innocuité dans chacune des situations rencontrées, ils présentent un intérêt lors d’absence de vaccin disponible ou d’émergence d’une nouvelle maladie. De plus, il a été suggéré que les autovaccins pourraient jouer un rôle en matière de santé publique. Ils pourraient, dans certaines situations précises, représenter une alternative à l’utilisation d‘antibiotiques. Leur utilisation pour lutter contre des agents pathogènes multirésistants ou zoonotiques peut également s’avérer intéressante.

Après plus de 10 ans d’interdiction, à cause du risque de transmission des encéphalopathies subaiguës spongiformes transmissibles (ESST), les autovaccins à destination des ruminants ont été récemment, de nouveau autorisés. Ce changement de réglementation s’est accompagné de règles de préparations plus contraignantes. La diminution du nombre de préparateurs ainsi que la longue période d’interdiction ont entraîné une perte massive des connaissances. En effet, ils étaient utilisés de manière principalement empirique et l’expérience des anciens vétérinaires prescripteurs n’a jamais été recueillie. De plus, les essais expérimentaux publiés concernant des autovaccins à destination de ruminants sont très peu nombreux.

L’objectif de ce travail est double. D’une part, recueillir l’expérience des vétérinaires ayant utilisé des autovaccins à destination des ruminants depuis le changement de réglementation. D’autre part, mettre à disposition des vétérinaires s’intéressant aux autovaccins toutes les informations pertinentes disponibles. Pour y parvenir, nous aborderons, en première partie, des rappels sur l’immunologie générale et sur la vaccination au sens large. Dans une deuxième partie, nous envisagerons les autovaccins du point de vue réglementaire, nous détaillerons les situations pratiques pouvant mener à leur utilisation et nous présenterons leur fabrication. Dans une troisième partie, après une synthèse des carences thérapeutiques et de la bibliographie disponible, nous présenterons les résultats de l’enquête réalisée auprès des praticiens ayant utilisé des autovaccins depuis leur réautorisation. Enfin, nous terminerons par des recommandations pratiques s’adressant aux vétérinaires praticiens s’intéressant aux autovaccins.

PREMIERE PARTIE : RAPPELS D’IMMUNOLOGIE

L’immunité se définit comme la résistance aux maladies et, plus spécifiquement, aux maladies infectieuses. L’ensemble des acteurs (cellules, tissus, molécules) qui, en collaboration, opposent une résistance aux infections est appelé système immunitaire (1).

Le système immunitaire de toutes les espèces animales est capable de répondre, avec des degrés variables d’efficacité, aux agents pathogènes qui l’agressent. Ses différentes composantes interagissent entre elles, le plus souvent, de façon standardisée et prédictible, afin de mettre en place une réponse adaptée. Classiquement, deux types de réponse immunitaire sont distinguées : l’immunité innée et l’immunité spécifique (1, 2).

I. Immunité innée et spécifique

A. Immunité innée

L’immunité innée ou encore « naturelle » est définie comme celle « dont l’efficacité n’est ni induite par l’agent infectieux ni spécifiquement orientée vers lui seul ». Elle est responsable de la protection initiale contre les infections. Pour être efficace, son action doit donc être rapide. Elle se compose de multiples mécanismes de défense qui agissent conjointement. Le système immunitaire inné est particulièrement actif aux zones anatomiques représentant les points de contact les plus probables avec un agent pathogène : la peau, les systèmes respiratoire, gastro-intestinal, urogénital, la glande mammaire et les muqueuses oculaires. Elle est rapide, stéréotypée, non spécifique et n’induit pas de mémoire immunitaire (2). 1. Barrières permanentes

a. Barrières épithéliales

Les barrières épithéliales constituent des barrières physiques et chimiques contre les infections. Elles limitent la colonisation microbienne des surfaces de contact avec l’extérieur, tant par leurs sécrétions que par des processus mécaniques (2).

i. Barrières physiques Les épithéliums de l’organisme sont continus, ils sont constitués de cellules fortement adhérentes entre elles par des jonctions serrées. Ils s’opposent physiquement à l’entrée des micro-organismes. La couche la plus superficielle de l’épiderme, la couche cornée, est un cas particulier, car elle est constituée de cellules mortes remplies de kératine. De plus, le renouvellement constant de la peau (par desquamation) et des muqueuses permet d’éliminer une partie des micro-organismes qui les habitent. Par exemple, les cellules épithéliales du colon se renouvellent environ tous les six jours (1, 3).

D’autres barrières physiques s’opposent à l’entrée des agents pathogènes. Les flux d’air, engendrés par les mouvements respiratoires, associés au mouvement directionnel de la ciliature des cellules de l’épithélium bronchique, permettent de faire remonter les débris et agents microbiens inhalés vers l’oropharynx, c’est « l’ascenseur muco-ciliaire ». Le lavage des voies urinaires lors de la miction et le péristaltisme de la muqueuse intestinale participent, également, à cette défense permanente (4).

ii. Barrières chimiques Les épithéliums constituent, également, une barrière chimique. Cette protection prend la forme de diverses sécrétions. Certaines sont acides comme le sébum produit par les glandes sébacées ou les sucs gastriques produits par les glandes gastriques. Ces derniers permettent de neutraliser plus de 90 % des bactéries ingérées chez les carnivores. Les sécrétions enzymatiques comme la phospholipase A ou les hydrolases participent activement à la destruction des micro-organismes pathogènes. Enfin, les peptides antimicrobiens sécrétés par les épithéliums jouent également un rôle majeur. Les défensines, de la peau et des tractus uro-génital et respiratoire, ainsi que les cathélicidines de la peau, en sont des exemples (2, 3).

b. La flore commensale

La peau et les tractus uro-génital, respiratoire et intestinal des organismes sains sont colonisés par un grand nombre de micro-organismes, acquis rapidement dès la naissance. Il s’agit, en grande majorité, de bactéries. D’une part, elles limitent l’installation et le développement des agents pathogènes par compétition, concernant l’espace et les nutriments disponibles. D’autre part, elles créent un microenvironnement chimique favorisant les micro-organismes commensaux au détriment des agents pathogènes. Par exemple, les lactobacilles qui constituent la flore commensale du vagin créent un environnement particulièrement acide (3, 5).

Ces barrières physiquo-chimiques ne sont cependant pas impénétrables, leur franchissement par des micro- organismes est fréquent. La conséquence est l’activation et l’action d’un ensemble d’autres acteurs de l’immunité innée que l’on peut définir comme des barrières inductibles (3). 2. Barrières inductibles

Une fois que l'agent pathogène a pénétré dans l’organisme, il se multiplie rapidement. Les mécanismes de défense sont chargés de le reconnaître et de réagir aux premiers signes d’invasion. Ces mécanismes font partie de l’immunité innée, leur mise en œuvre est rendue possible par des récepteurs sensibles à des signaux d’alerte (4).

a. Mécanismes de reconnaissance

i. Signaux d’alerte extrinsèques Les mécanismes de reconnaissance sont sensibles à des signaux extrinsèques, exprimés par les micro- organismes pathogènes nommés motifs moléculaires associés aux pathogènes (PAMP). Ce sont des motifs hautement conservés et exprimés par tous les agents pathogènes. Ils incluent les peptidoglycanes des bactéries, les acides lipoteichoïques des bactéries Gram +, les lipopolysaccharides (LPS) et les porines des bactéries Gram – ainsi que de nombreuses autres molécules caractéristiques d’agents pathogènes (4).

ii. Signaux d’alerte intrinsèques Les mécanismes de reconnaissance sont également sensibles à des produits issus de cellules endommagées ou motifs moléculaires associés aux dégâts (DAMP) ou alarmines. Les principaux sont le sulfate d’héparane, l’acide hyaluronique ou encore le fibrinogène (3, 4).

iii. Récepteurs aux signaux de dangers Les divers signaux de dangers sont reconnus par des récepteurs de reconnaissance de motifs moléculaires (PRR). Ils sont, généralement, associés à des cellules effectrices de l’immunité innée, mais peuvent, pour certains, être sous forme soluble dans la circulation sanguine. Une des familles de récepteurs les plus

26 importants est celle des Toll-like récepteurs (TLR). Il s’agit de glycoprotéines transmembranaires, présentes dans la membrane plasmique ou au sein des membranes intracellulaires de nombreuses cellules sentinelles de l’immunité. Ils jouent un rôle prépondérant dans la défense contre les agents pathogènes. Les mammifères en possèdent, au moins, une dizaine de nature différente, chacun d’entre eux reconnaissant une catégorie de PAMP (Tableau I). La reconnaissance du motif par le TLR déclenche un signal intracellulaire aboutissant à la sécrétion de protéines pro-inflammatoires (4, 6).

Tableau I : Exemples parmi les principaux PRR associés à leur PAMP respectifs (4)

Récepteur Localisation Ligand Source du ligand

TLR2 Surface cellulaire Lipoprotéine Bactéries, virus, parasites

TLR4 Surface cellulaire LPS Bactéries Gram –

TLR5 Surface cellulaire Flagelle Bactéries

NOD1 Cytoplasme Peptidoglycanes Bactéries

Récepteurs du Mannose Surface cellulaire Glycoprotéines Bactéries

b. Les cellules de l’immunité innée

Disséminées dans l’ensemble de l’organisme et, plus particulièrement, aux interfaces avec le milieu extérieur, les cellules de l’immunité innée effectuent une veille permanente. Il s’agit principalement des cellules épithéliales, des macrophages et des cellules dendritiques. Elles présentent de nombreux PRR ce qui leur permet de détecter rapidement les PAMP et DAMP et de mettre en place la réponse inflammatoire (4).

i. Les phagocytes La phagocytose est définie comme la « propriété de certaines cellules, qui leur permet d’incorporer dans leur enceinte cytoplasmique des particules extérieures » (5). Elle est réalisée par certaines cellules immunitaires appelées phagocytes. Elles sont issues de cellules souches de la moelle osseuse.

Cette appellation regroupe :

• Les polynucléaires neutrophiles

Il s’agit des premières cellules immunitaires circulantes à arriver dans les tissus affectés. Leur action est principalement antibactérienne. Ils se fixent aux agents pathogènes, les internalisent dans une vésicule intracellulaire à laquelle fusionnent des lysosomes déversant leur contenu enzymatique et aboutissant à la mort de la bactérie (3). Ils peuvent également libérer, par dégranulation dans la matrice extracellulaire, des protéines antimicrobiennes ayant une action directe sur les bactéries. Enfin, ils sont capables de projeter leur ADN hors de la cellule formant un maillage d’ADN et de protéines piégeant les bactéries à multiplication extracellulaire. Leur durée de vie est de quelques jours (2, 4).

• Les macrophages

Ils dérivent des monocytes circulants. Ce sont des cellules à durée de vie longue qui peuvent se diviser au sein des tissus. Les macrophages présents au sein des tissus détectent les menaces grâce à leurs PRR. Ils reconnaissent aussi bien des composants microbiens que des produits résultants de dommages tissulaires. Ils possèdent de nombreuses fonctions au sein de la réponse immunitaire. Ils effectuent la phagocytose et produisent des molécules pro-inflammatoires, les cytokines. Ces dernières coordonnent l’immunité innée, l’immunité adaptative et provoquent l’afflux de leucocytes au sein du tissu cible de l’agression. Les principales sont l’interleukine (IL) -1, l’IL-6, l’IL-12 et le « Facteur de nécrose tumoral α » (TNF-α) (1, 4).

ii. Les autres cellules de l’immunité innée Les cellules tueuses naturelles (NK) constituent la première ligne de défense contre les infections virales et certaines cellules cancéreuses. Elles sont sensibles aux changements à la surface des cellules infectées ou stressées. Elles possèdent des PRR membranaires qui reconnaissent les signaux de stress et des récepteurs sensibles à la présence et à la qualité des molécules du complexe majeur d’histocompatibilité de type I (CMH I) des cellules. Si la cellule ne présente pas ces protéines membranaires ou si elle présente des anticorps fixés à sa surface, le NK s’y lie fortement et entraîne son apoptose en libérant des facteurs cytotoxiques (perforines et cytotoxines). De plus, les NK activés synthétisent et sécrètent l’IFN-γ qui stimule les macrophages et augmente leur capacité de phagocytose (1, 3, 4).

c. Les principales molécules de l’immunité innée

i. Le système du complément Découvert dans les années 1890, le système du complément est un ensemble d’une vingtaine de protéines plasmatiques synthétisées par le foie, individuellement inertes, mais pouvant interagir entre elles de manière séquentielle pour former une réponse immunitaire puissante. Cette cascade enzymatique peut être activée selon trois voies, dont deux sont déclenchées directement par des produits microbiens et font donc partie de l’immunité innée : la voie des lectines et la voie alternative (3).

• La voie alternative est activée directement par des composantes de la paroi des micro- organismes (LPS pour les Gram – ou certains polysaccharides de surface des Gram +). Elle entraîne la stabilisation d’un élément clé de cette cascade à la surface des micro-organismes, le C3b (3, 4). • La voie des lectines s’active lorsque la Mannose-binding lectin (MBL) se lie aux résidus mannoses terminaux de certaines glycoprotéines de surface des micro-organismes. Elle rejoint la troisième voie en conduisant à la formation d’un complexe enzymatique C3 convertase (1, 3).

Les différentes voies d’activation aboutissent à la formation d’une protéine C3b. La fin de la cascade enzymatique est donc commune, elle participe à la réponse immunitaire innée à travers :

• La formation de petits fragments protéolytiques chimiotactiques, appelés anaphylatoxines, qui favorisent le recrutement de leucocytes sur le site d’activation du complément et la dégranulation des mastocytes. • L’opsonisation des micro-organismes, par les liaisons covalentes du fragment C3b à leur surface, augmente grandement l’action des phagocytes. • La formation de complexes de protéines polymérisées, appelés « complexes d’attaque membranaire (MAC) », qui s’insèrent dans les membranes cellulaires microbiennes et causent leur mort, par lyse osmotique ou apoptose (1, 3, 4).

ii. Les cytokines Les cellules du système immunitaire synthétisent et sécrètent des centaines de protéines, solubles, appelées cytokines, permettant la communication entre les différents acteurs. Elles peuvent affecter plusieurs types de cellules, elles agissent aussi bien sur la cellule productrice que sur des cellules contiguës ou éloignées. Elles sont, dans le cadre de l’immunité innée, en majorité produites par les macrophages ou les cellules dendritiques activées. Leur structure, leurs origines et leurs fonctions permettent d’en distinguer différentes catégories : interleukines, interférons et chimiokines (3). Leur reconnaissance est permise par des récepteurs membranaires spécifiques que seules les cellules cibles possèdent. Elles ont des rôles variés et, parfois, redondants. Par exemple, certains TNF et l’IL1 participent au recrutement des neutrophiles et monocytes dans les foyers infectieux, l’IL-15 favorise la prolifération des NK. Leur sécrétion, ainsi que la sensibilité des cellules cibles, sont finement régulées (3, 4).

d. Une barrière inductible d’ordre métabolique : la fièvre

La fièvre résulte d’une modification du contrôle homéothermique de l’hypothalamus. Il s’agit d’une élévation de la température centrale de l’organisme au-dessus des valeurs physiologiques. Elle est le fruit de l’action de cytokines dites « pyrogènes », les principales étant l’IL-1, l’IL-6 et le TNF-α (1). Elle peut résulter de pyrogènes exogènes tels que les lipopolysaccharides bactériens. Son action bénéfique, dans le cadre de la défense immunitaire, résiderait principalement dans l’augmentation du métabolisme général (5).

B. Immunité spécifique ou adaptative

L’immunité innée a évolué de telle sorte qu’elle permet d’éliminer, rapidement, la plupart des agents pathogènes dès leur entrée dans l’organisme, particulièrement s’ils sont peu virulents. Néanmoins, certaines agressions nécessitent la mise en place d’une réponse immunitaire spécifique, puissante et durable, c’est le rôle de l’immunité spécifique ou adaptative. 1. Les cellules de l’immunité adaptative

L’immunité adaptative est assurée par les cellules de la lignée lymphoïde, en collaboration étroite avec les phagocytes. Les principaux acteurs sont les lymphocytes B et T (3).

a. Les lymphocytes

i. Genèse, maturation et sélection L’ensemble des lymphocytes proviennent de cellules souches présentes dans la moelle osseuse, cependant leur maturation diffère. Les lymphocytes B (LB) y arrivent à maturité tandis que les lymphocytes T (LT) arrivent à maturité dans le thymus. Thymus et moelle osseuse sont des organes lymphoïdes primaires. Les lymphocytes rejoignent ensuite les organes lymphoïdes secondaires (rate, nœuds lymphatiques, plaques de Player du duodénum et structures lymphoïdes des muqueuses) au sein desquels ils pourront entrer en contact avec les différents antigènes. Avant ce contact, ils sont appelés lymphocytes naïfs. Ces cellules, bien que possédant une structure identique, diffèrent à la fois par les récepteurs qu’elles portent et par leurs fonctions au sein de la réponse immunitaire. Ces récepteurs sont distribués de manière clonale, chaque clone lymphocytaire est spécifique d’un antigène. Ils peuvent, ainsi, reconnaître une large variété d’antigènes. Cet extraordinaire répertoire de spécificités s’explique par la recombinaison somatique de segments géniques codant les régions

29 variables des récepteurs. Néanmoins, avant leur libération, chaque clone subit des étapes de sélection. Ces mécanismes permettent d’obtenir des cellules immunitaires compétentes et qui n’engendrent pas de réponse immunitaire contre les cellules du soi (4).

ii. Lymphocytes B Ils possèdent, à leur surface, de très nombreuses formes membranaires d’Immunoglobuline de type M (IgM) jouant le rôle de récepteurs appelés BCR. Ces récepteurs présentent une région terminale variable permettant la reconnaissance des antigènes, ils sont support de la diversité des LB. Ils peuvent reconnaître une vaste gamme de structures chimiques (protéines, lipides, glucides). Les LB sont responsables de la production d’anticorps dans le cadre de la réponse immunitaire à médiation humorale.

iii. Lymphocytes T Les lymphocytes T présentent, à leur surface, des complexes glycoprotéiques appelés TCR. Ils ne reconnaissent que des fragments peptidiques d’antigènes protéiques. La nature de ces récepteurs varie selon l’espèce considérée. Pour être reconnus, les antigènes doivent être associés au CMH des cellules présentatrices d’antigènes. Les LT présentent des marqueurs de différenciation (CD) associés aux TCR. Selon la nature des CD, le rôle des LT diffère au sein de la réponse immunitaire à médiation humorale ou cellulaire (3, 4).

b. Les cellules présentatrices d’antigènes (CPA)

La réponse immunitaire adaptative est déclenchée lorsque des récepteurs spécifiques des lymphocytes se lient à des antigènes. Or, le nombre de lymphocytes spécifiques d’un antigène, avant toute stimulation, est très faible. Ainsi, des cellules font le relais entre les tissus susceptibles de servir de porte d’entrée des micro- organismes et les organes lymphoïdes secondaires où se situent les lymphocytes naïfs. Elles sont appelées cellules présentatrices d’antigène et regroupent, essentiellement, les cellules dendritiques, les macrophages et les LB.

i. Cellules dendritiques Ces cellules dérivent de cellules souches myéloïdes. Elles sont présentes, principalement, au sein des épithéliums, sous forme immature. Elles jouent le rôle de cellules sentinelles et sont activées par des signaux de danger grâce à leur PRR. En plus de la présentation antigénique, elles participent à la mise en place de l’immunité innée. Ainsi, ces deux mécanismes peuvent s’initier simultanément. Elles prennent en charge les antigènes de l’agent pathogène et les associent à des molécules du CMH (1).

Suivant la nature du micro-organisme ou de l’antigène détecté, deux voies de présentation de l’antigène se mettent en place :

• La voie endogène ou du CMH de classe I (CMH I)

Les peptides qui se lient aux molécules CMH I proviennent de protéines cytosoliques (infection intracellulaire, cellule tumorale…). Elles sont détruites par un complexe enzymatique spécialisé et sont associées, au sein de la CPA, aux molécules du CMH I nouvellement synthétisées. Si la compatibilité entre la molécule du CMH I et le peptide est suffisamment grande, le complexe est externalisé sur la surface membranaire de la cellule (4).

• La voie exogène ou du CMH de classe II (CMH II)

Les antigènes protéiques destinés à la voie du CMH de classe II sont habituellement internalisés à partir de l’espace extracellulaire, par endocytose. Les protéines microbiennes sont dégradées par des enzymes protéolytiques en peptides, au sein de lysosomes. En cas de compatibilité, ils sont associés à des molécules du CMH de classe II. Une fois le complexe stabilisé, il est exporté au sein de la membrane plasmique de la CPA.

Les cellules dendritiques sont les seules à pouvoir présenter un antigène à un LT naïf et sont les plus efficaces dans le déclenchement de la réponse immunitaire adaptative. Suivant le profil de cytokines produites, elles ont, également, la capacité d’orienter la suite de la réponse immunitaire selon sa composante humorale ou cellulaire. Une fois arrivées à maturité, elles migrent, par chimiotactisme, jusqu’aux organes lymphoïdes secondaires (1, 3).

ii. Autres cellules présentatrices d’antigène Après la phagocytose d'agents pathogènes, les macrophages peuvent exprimer des fragments antigéniques, associés aux molécules du CMH de classe I ou II, au sein de leur membrane plasmique. Ils pourront les présenter par contact direct avec des LT déjà activés. Les LB pourront également jouer le rôle de CPA au sein du nœud lymphatique, il s’agit des seules CPA qui acquièrent la possibilité de présenter un antigène après reconnaissance spécifique (3, 4). 2. Interactions entre CPA et LT

Les cellules dendritiques activées migrent, par voie lymphatique, dans les nœuds lymphatiques et expriment, à leur surface, en plus de l’antigène, des molécules de costimulation qui sont indispensables à l’activation des LT. Elles présentent l’antigène appareillé à une molécule du CMH aux différents LT naïfs. Lorsque la CPA rencontre le LT spécifique de l’antigène présenté, un ensemble d’interactions, appelé synapse immunologique, se met en place. D’une part, le complexe CMH-antigène se lie au TCR et permet l’activation du LT, l’ensemble étant stabilisé par le CD4 ou le CD8 suivant le LT considéré. D’autre part, la reconnaissance mutuelle de facteurs de costimulation permet la survie du clone activé. Enfin, l’action des cytokines produites par la CPA entraîne la différenciation du LT activé selon l’une des voies de la réponse immunitaire (1, 4, 6). 3. Réponse immunitaire à médiation cellulaire (RIMC)

Au sein de l’organisme, certains agents pathogènes se développent dans l’espace intercellulaire tandis que d’autres pénètrent et se multiplient à l’intérieur même des cellules de l’hôte. La division de la réponse immunitaire adaptative permet à l’organisme de reconnaître ces deux formes d’invasion.

a. Action des LT cytotoxiques (CTL)

Bien qu’ils puissent être neutralisés par les anticorps, avant d’entrer dans une cellule, les agents pathogènes à multiplication intracellulaire leur échappent une fois dans le cytosol de la cellule infectée. Ils ne peuvent, dès lors, être éliminés que par destruction ou modification de la cellule infectée dans laquelle ils se multiplient. Ce sont les LT CD8 cytotoxiques qui remplissent, majoritairement, ce rôle. Lorsque la CPA présente un antigène endogène via une molécule de CMH I à un LT CD8 qui lui est spécifique, celui-ci est activé, prolifère et se différencie, soit en lymphocyte effecteur, soit en lymphocyte mémoire. Les CTL reconnaissent les cellules infectées qui présentent l’antigène (provenant de l’agent pathogène) dont ils sont spécifiques via leur CMH I. Les CTL induisent l’apoptose de leur cible, par la libération de granules préformées, contenant des effecteurs protéiques cytotoxiques (perforine et granzyme). Ce mode d’action n’entraîne pas la mort du CTL. En effet, suite à la reconnaissance TCR-antigène, il synthétise de nouveaux granules cytotoxiques et pourra tuer une autre cellule. Il s’agit de tueurs sélectifs et répétitifs (4, 6).

b. Rôle des LT helper 1 (LTh 1)

Lorsque la synapse immunologique s’instaure entre une CPA et un LT CD4, l’environnement moléculaire permet d’orienter le LT CD4 dans une des voies de la réponse immunitaire. Ainsi, si l’IFN-γ et l’IL-12 prédominent durant les premiers stades de l’activation du LT naïf, il se différenciera en LTh 1. Les LTh 1 participent à la réponse immunitaire à médiation cellulaire en produisant de nombreuses cytokines comme l’IL-2, l’IFN-γ et le TNF-α. L’IFN-γ renforce l’activité des macrophages et des NK tandis que l’IL-2 stimule leur prolifération et augmente leur cytotoxicité (4, 6).

c. Rôle des LThelper 17 (LTh 17)

Les LTh 17 participent aussi bien à la RIMC qu’à la réponse immunitaire à médiation humorale (RIMH). La différenciation du LT CD4 naïf en LTh 17 s’effectue en présence d’IL-6 et de TGF-β, produits par les cellules de l’immunité innée, après reconnaissance de produits microbiens. Une fois activés, les lymphocytes synthétisent et libèrent, massivement, de l’IL-17. Ils jouent un rôle particulier dans la lutte contre les bactéries à multiplication extracellulaire en amplifiant la réponse apportée par les neutrophiles. Les LTh 17 favorisent également la production d’anticorps par les LB (4, 6). 4. Réponse immunitaire à médiation humorale

a. Rôle des LThelper 2 (LTh 2)

La rencontre entre le LT CD4 naïf et l’antigène spécifique présenté par la CPA conduit à l’activation du LT. Lorsque l’IL-1 et l’IL-4 prédominent, ce dernier se multiplie et se différencie en LTh 2 qui produit de l’IL-4 ainsi qu’un ensemble d’autres cytokines qui amplifient la différenciation des précurseurs, stimulent la prolifération et la différenciation des LB et inhibent la production d’IFN-γ (2, 6).

b. Activation des LB

Suivant la nature de l’antigène, les processus immunitaires diffèrent. Selon la présence ou l’absence d’épitopes T, on parle d’antigènes thymo-dépendants ou thymo-indépendants.

i. Activation des LB par les antigènes thymo-dépendants Les LB naïfs, présents dans les nœuds lymphatiques, reconnaissent, grâce à leurs immunoglobulines membranaires (BCR), l’épitope dont ils sont spécifiques. Cette liaison entraîne leur activation. Après reconnaissance par les BCR, si l’antigène endocyté présente une composante protéique, il est fragmenté en multiples peptides que le LB va exprimer à sa surface, associé au CMH II. Le LB activé se comporte ainsi comme une CPA. Au sein d’un centre germinatif, un LTh2 CD4, préalablement activé et spécifique de ce même antigène, reconnait l’épitope T présenté par le LB. Ce phénomène se nomme reconnaissance croisée. Le LT est activé et produit des cytokines (IL-4 ; IL-21) agissant sur le LB.

Au sein de l’organe lymphoïde secondaire, cette coopération cellulaire est optimisée par de multiples changements de récepteurs membranaires et la production de différentes cytokines, permettant la migration de chacune de ces cellules. Si la coopération LB – LT CD4 est suffisamment importante, les clones de LB, spécifiques de l’antigène détecté, prolifèrent fortement au sein des centres germinatifs, c’est la prolifération clonale. Certains d’entre eux donneront des plasmocytes, à durée de vie faible, produisant des IgM de faible affinité pour l’antigène reconnu. Cette production d’IgM met 5 à 7 jours à être effective. C’est la composante principale de la réponse immunitaire primaire (4, 6).

Si la stimulation antigénique se prolonge dans le temps, les LB activés continuent de se multiplier, ils sont appelés centroblastes puis centrocytes. Cette intense prolifération est accompagnée de plusieurs évènements majeurs.

D’une part, suite à de multiples mutations des gènes codant pour la partie variable des BCR, les LB produits présentent des différences minimes de leur BCR. Après coopération avec les cellules dendritiques folliculaires et les LT CD4 activés, les clones les plus spécifiques perdurent tandis que les autres entrent en apoptose. Ces phénomènes, de mutation et de sélection, permettent d’obtenir des LB de plus en plus spécifiques pour l’antigène détecté, c’est la maturation. Si le centroblaste est suffisamment spécifique, il pourra sortir du follicule et se différencier en LB mémoire ou en plasmocyte (6).

D’autre part, sous l’action de cytokines, produites en partie par les LT, la production d’IgM par les plasmocytes est remplacée par la production d’IgG, d’IgA ou d’IgE, c’est la commutation isotypique. Les LB mémoires quittent le follicule secondaire pour circuler entre le torrent circulatoire, la moelle osseuse hématopoïétique, la rate et les nœuds lymphatiques (4, 6).

ii. Activation des LB par les antigènes thymo-indépendants Les antigènes T indépendants correspondent à un petit nombre d’antigènes capables d’activer directement les LB sans coopération avec les LT. Il s’agit notamment des composants des parois bactériennes comme les LPS et de grandes molécules polysaccharidiques avec des antigènes répétitifs. Lorsqu’ils atteignent les zones marginales de la rate ou des nœuds lymphatiques, ils se lient aux LB. Leur structure répétitive permet une réaction croisée avec les BCR des LB qui entraîne l’activation des LB extrafolliculaires. Ces derniers prolifèrent et se différencient en plasmocytes qui produisent, principalement, des IgM de faible affinité. Il n’y a pas de cellule mémoire. Les prochains contacts entre l’organisme et l’antigène donneront donc lieu à une succession de réponses immunitaires primaires sans maturation ni commutation isotypique (2, 4).

Il existe de nombreuses interactions entre les différentes voies de la réponse immunitaire aboutissant à la prédominance d’une réponse immunitaire par rapport aux autres. Par exemple l’IL-4 produite par les LTh 2 inhibe le développement des LTh 1 et inversement l’IFN-γ produit par les LTh 1 inhibe la voie Th 2.

Une fois différenciés, les LT passent dans le torrent circulatoire et, grâce à l’expression de marqueurs membranaires spécifiques, ils ont la capacité de migrer dans les tissus (6).

c. Structure et fonction des différents anticorps

i. Principales caractéristiques des anticorps La RIMH aboutit à la production d’anticorps par les plasmocytes, elle permet de lutter efficacement et de protéger l’organisme contre les agents pathogènes à multiplication extracellulaire. Les anticorps sont des glycoprotéines solubles appelées immunoglobulines (Ig). Elles sont constituées de chaînes lourdes et de chaînes légères définissant des domaines constants entre les différents anticorps d’une même classe ainsi que des domaines variables entre chaque Ig. Ces derniers, nommés paratopes, leur confèrent leur spécificité pour un épitope donné. Chaque clone de LB produit des Ig avec un paratope unique. Les Ig se retrouvent dans

33 l’ensemble des fluides de l’organisme, mais leur concentration est pour la plupart plus importante dans le sang. Les mammifères présentent 5 classes d’anticorps qui diffèrent par leurs structures (IgM, IgG, IgD, IgA, IgE), on parle de variation isotypique. Des sous-classes d’Ig peuvent également être définies. Chaque classe d’Ig possède une distribution, des propriétés biologiques, physico-chimiques et des fonctions différentes. Les concentrations en Ig des différentes classes et sous-classes varient significativement suivant les espèces (3, 4).

ii. Diverses fonctions des anticorps Les anticorps participent à la défense de l’organisme par différents mécanismes :

• La neutralisation

Certains agents pathogènes portent atteinte à l’hôte en produisant des toxines ou en infectant directement les cellules. La neutralisation correspond à la capacité pour un anticorps d’inhiber l’activité biologique de l'agent pathogène avant sa reconnaissance par un récepteur membranaire de la cellule cible. Pour ce faire, l’Ig doit neutraliser le site impliqué dans l’activité biologique. Cette stratégie permet de lutter efficacement contre les toxines, certains virus et contre l’adhésion de bactéries sur les épithéliums (6).

• L’agglutination

Certains anticorps ont la capacité de former des complexes regroupant un grand nombre d’Ig et d’antigènes en présence d’antigènes particulaires, c’est l’agglutination. Ces complexes seront plus aisément phagocytés par les cellules de l’immunité innée.

• L’opsonisation

De très nombreux anticorps peuvent se fixer aux antigènes de surface d’un même agent pathogène. Ce mécanisme initial est nommé opsonisation, il active le complément par la voie dite « classique ». Aux nombreux complexes Ig-antigènes s’associent des fragments de molécules du complément. Cette coopération permet une prise en charge renforcée de l'agent pathogène par les macrophages, cellules dendritiques et neutrophiles. En effet, ces cellules présentent à leur surface des récepteurs pour certaines molécules du complément ainsi que pour la partie invariable des Ig. Les interactions entre l'agent pathogène et la cellule immunitaire seront plus stables et le processus de phagocytose pourra s’effectuer. L’opsonisation permet par exemple la prise en charge de bactéries présentant une capsule polysaccharidique. En effet, la capsule empêche la phagocytose en l’absence d’Ig (2, 6).

• Activation des NK

Les Ig peuvent se fixer à des antigènes endogènes exprimés à la surface de cellules infectées. Les cellules NK possèdent des récepteurs pour la partie invariable des Ig. Après reconnaissance, les NK lisent la cellule infectée. Ce mécanisme est appelé cytotoxicité à médiation cellulaire dépendante des anticorps (ADCC) (2).

Le tableau II résume les propriétés et fonctions des différentes classes d'immunoglobulines chez trois espèces de mammifères.

Tableau II : Propriétés et fonctions des différentes classes d'immunoglobulines chez trois espèces de mammifères (4,6)

Concentration sérique (mg/dL) Fonctions et particularités Valence Distribution Bovin Ovin Chien majeures

Neutralisation 1700 – Activation de la voie IgG 2 1700 – 2000 1000 – 2000 Sang et tissus 2700 classique du complément Activation des NK

Muqueuses et Neutralisation IgA 2 ou 4 10 – 50 10 – 50 20 – 150 Sang Passage des épithéliums

Agglutination

IgM 10 250 – 400 150 – 250 70 – 270 Sang et LB Activation de la voie classique du complément

Surface des Sensibilisation des IgE 2 NR NR 2.3 – 4.2 basophiles et mastocytes mastocytes Immunité antiparasitaire

C. Application à l’immunité antibactérienne

Les animaux vivent au contact d’une multitude de bactéries, cependant, le développement d’une infection reste rare. Le développement d’une maladie dépend de nombreux facteurs, comme la virulence et la localisation de la bactérie, la réponse de l’hôte ou encore, la présence de tissus endommagés. Les différents effecteurs de la réponse immunitaire coopèrent et permettent, dans la majorité des cas, d’apporter une réponse efficace, rapide et complète à l’invasion (4). 1. Immunité innée

Les barrières anatomiques et les bactéries commensales constituent une première ligne de défense physico- chimique qui s’oppose à la pénétration de germes dans l’organisme (2). Lorsque ces barrières sont franchies, la suite de la réponse immunitaire est déclenchée par la reconnaissance des PAMP bactériens par les PRR des cellules immunocompétentes. Les TLR sont les principaux récepteurs impliqués. Une fois l’invasion de l’organisme mis en évidence, la réaction inflammatoire s’instaure. De nombreuses cytokines sont libérées, les PNN arrivent sur le lieu de l’infection, puis les macrophages s’activent. Ces cellules phagocytent les bactéries et libèrent de nombreuses molécules dans la matrice extracellulaire (cytokines, enzymes et peptides antimicrobiens comme les défensines). De plus, la cascade enzymatique du complément, une fois stimulée, participe également à la réponse immunitaire (4, 7).

2. Immunité adaptative

La réponse adaptative antibactérienne repose sur 5 mécanismes.

• Les anticorps spécifiques permettent la neutralisation des toxines bactériennes et des enzymes, comme les hyaluronidases, qui dégradent la matrice extracellulaire pour permettre la diffusion des bactéries. De même, en se fixant aux adhésines des bactéries, les Ig empêchent l’adhésion de ces dernières aux épithéliums. C’est le cas des Ig anti-F5 qui ciblent les Escherichia coli K99. • Les bactéries peuvent être détruites après activation du complément par la voie classique lorsque des Ig spécifiques sont présentes. Les bactéries Gram – y sont les plus sensibles. • L’opsonisation des bactéries à multiplication extracellulaire par des Ig et des molécules du complément favorise la phagocytose. • Les bactéries à multiplication intracellulaire sont éliminées par les macrophages activés. Leur activité est grandement favorisée par la sécrétion d’IFN-γ par les LTh 1. Les macrophages activés présentent un équipage enzymatique plus puissant, ils produisent davantage de cytokines et la phagocytose est plus efficace. • Le recrutement et l’action des cellules immunitaires à activité cytotoxique, CTL et NK, permettent de lutter efficacement contre l’infection grâce à la mise à mort des cellules infectées et des bactéries. L’activité cytotoxique s’exprime soit directement soit elle est médiée par l’intermédiaire d’anticorps (2, 4, 7).

D’autres composantes participent également à la défense de l’organisme. Les LTh 17 ont une action particulière contre les bactéries à multiplication extracellulaire. Ils favorisent, notamment, le recrutement des PNN grâce aux cytokines, chimiokines et métalloprotéases qu’ils produisent. De même, certaines Ig pourraient avoir une action bactéricide ou bactériostatique directe, sur les bactéries, par exemple en perturbant le mécanisme du fer (4).

L’importance de chacun de ces mécanismes dépend des molécules de surface de la bactérie, de ses mécanismes pathogènes et de son mode d’invasion. En effet, pour les bactéries à multiplication extracellulaire, la protection passe, majoritairement, par une RIMH avec des Ig qui se fixent sur les antigènes de surface. Pour les bactéries à multiplication intracellulaire, c’est la RIMC qui est prépondérante. Cependant, quel que soit le type de réponse immunitaire mis en jeu, in fine la phagocytose reste le mécanisme principal d’élimination des bactéries (2, 7).

La nature des foyers inflammatoires varie selon la nature de la bactérie et l’ancienneté de l’invasion. Lors d’une infection aiguë par des bactéries pyogènes, le recrutement de PNN sera massif. Tandis que dans le cas d’infections bactériennes chroniques comme la tuberculose, lorsque des agents pathogènes à multiplication intracellulaire ne sont pas éliminés rapidement, un granulome va se former suite au recrutement et à l’activation constante de macrophages et de LT (7). 3. Mécanismes d’évasion développés par les bactéries

Face à la réponse immunitaire de l’hôte, les bactéries pathogènes tentent d’échapper à leur destruction par différents mécanismes (4).

a. Mécanismes contre l’immunité innée

Certaines bactéries interfèrent avec la transduction du signal intracellulaire suivant la reconnaissance des PAMP par les TLR. D’autres inhibent l’action des peptides antimicrobiens, comme les défensines, ou n’activent que faiblement le complément. C’est notamment le cas des bactéries Gram – dont les longues chaînes de leur LPS tiennent à distance de leur membrane les fragments du complément.

De nombreuses bactéries ont développé des mécanismes leur permettant de s’affranchir de l’action des phagocytes.

- En sécrétant des substances qui inhibent le chimiotactisme ou qui entraînent directement la mort des leucocytes (c’est le cas de Mannheimia haemolytica qui libère des leucotoxines) - Par le biais d’une capsule ou d’une paroi inhibant la phagocytose - En s’échappant des phagosomes par la lyse de leur membrane comme Listeria monocytogenes - En perturbant les étapes intracellulaires de la phagocytose comme Escherichia coli qui produit des inhibiteurs des lysosomes - En inhibant la fusion des lysosomes avec les phagosomes comme Mycobacterium tuberculosis (4, 7, 8)

b. Mécanismes contre l’immunité adaptative

Certaines bactéries comme par exmeple, Campylobacter fœtus et Anaplasma marginale, présentent une variation de leurs antigènes de surface au fil des générations. Ainsi, la réponse adaptative sélectionnera les bactéries présentant des antigènes différents et une nouvelle réponse spécifique mettra plusieurs jours à être effective. D’autres bactéries inactivent les acteurs de l’immunité, comme Mannheimia haemolytica et Pseudomonas aeruginosa qui lysent, respectivement, les IgG 1 et l’IL-2. Enfin, Mycobacterium avium subsp. paratuberculosis module l’expression des cytokines et favorise la sécrétion d’IL-10 par les phagocytes. L’IL-10 diminuant la production d’oxydants et réduisant l’expression du CHM II, est un puissant inhibiteur de l’action des macrophages (4).

II. Immunisation et vaccination

Au cours des siècles derniers, la vaccination a été l’avancée médicale la plus efficace pour contrôler les maladies infectieuses. Dès 1796, Edward Jenner introduisit le concept de vaccination. Il remarqua que les personnes en contact avec des bovins atteints de la vaccine développaient couramment des lésions sur leurs mains. Cependant, ces mêmes personnes étaient épargnées par les épidémies de variole. Il démontra que l’inoculation à un patient sain, de matériel issu de pustules d’un trayeur, protégeait le premier de la variole. Au 19ème siècle, Pasteur travailla sur l’immunisation d’animaux contre le choléra aviaire et l’anthrax avant de mettre au point le premier vaccin humain contre le virus de la rage. Ainsi, depuis sa découverte, la vaccination a permis d’éradiquer des maladies comme la variole ou la peste bovine et d’en contrôler de nombreuses autres (4, 8).

L’immunisation d’un animal contre un agent infectieux peut prendre deux formes : l’immunisation passive et l’immunisation active.

A. Immunisation passive

L’immunisation passive est rarement effectuée en médecine vétérinaire. Elle s’obtient par le transfert, principalement par voie sous-cutanée ou intramusculaire, à un individu d’anticorps obtenus de donneurs immunisés. La protection obtenue est immédiate, mais d’une durée limitée, les anticorps administrés étant, progressivement, catabolisés. Après la disparition des anticorps, le receveur redevient sensible à l’agent infectieux (2, 4).

L’application de l’immunisation passive la plus répandue concerne les germes toxinogènes : Clostridium Tetani et Clostridium perfringens (4). L’antisérum est obtenu par injection répétée de la toxine à de jeunes chevaux. Leur réponse immunitaire est suivie et lorsque leur taux d’anticorps spécifiques est suffisamment haut, ils sont saignés à intervalles réguliers. Le plasma est séparé et la fraction contenant les anticorps est concentrée et titrée. De manière plus anecdotique, des antisérums dirigés contre le bacille de l’anthrax ou des venins de serpents sont également produits (2).

Néanmoins, son utilisation n’est pas dénuée de risques. En effet, lorsque le receveur est d’une espèce différente que celle du donneur, les anticorps injectés sont reconnus comme des antigènes étrangers par le système immunitaire du receveur et sont rapidement éliminés. De plus, leur administration peut également engendrer la production d’IgE et induire un choc anaphylactique si elle est répétée. Enfin, des réactions d’hypersensibilité de type III sont décrites (4).

B. Immunisation active

L’immunisation active présente de nombreux avantages par rapport à l’immunisation passive. Elle entraîne une durée de protection plus importante et permet de renforcer la réponse immunitaire par des injections de rappel, espacées dans le temps (4). 1. La vaccination : définition et généralités

La vaccination correspond à l’administration, à un individu, d’un ou de plusieurs antigènes, dans le but d’obtenir une réponse immunitaire protectrice vis-à-vis d’un agent infectieux, d’un parasite ou d’une tumeur. Cette réponse immunitaire se prolonge dans le temps, car elle donne lieu à une mémoire immunitaire (2).

Le niveau de protection apporté par les différents vaccins varie de manière importante. Certains induisent une immunité forte qui va empêcher l’infection. D’autres autorisent l’infection, mais diminuent ou empêchent l’expression des signes cliniques de la maladie (2, 7).

2. Propriétés du vaccin idéal

Si aucun vaccin n’est parfait, certaines propriétés sont primordiales :

- Production réalisable en grande quantité pour des coûts modérés - Constance dans la formulation avec des différences minimes entre lots - Stabilité et durée de vie longues sans nécessiter des conditions de stockage trop contraignantes - Absence d’effets secondaires fréquents ou importants - Immunité induite idéalement différenciable de l’infection naturelle - Présence d’épitopes immunodominants facilement captables par les CPA - Induction d’une mémoire immunologique par la stimulation adéquate des LT et des LB (2, 4) 3. Différents types de vaccins

a. Vaccins vivants

i. Vaccin hétérologue Un vaccin hétérologue est un type particulier de vaccin vivant. Il est produit à partir d’un micro-organisme antigénétiquement apparenté au micro-organisme visé par la vaccination, mais adapté à une autre espèce cible. L’exemple le plus célèbre est le vaccin de Jenner utilisant la vaccine (ou variole bovine) afin d’induire une protection contre la variole humaine (2, 8).

ii. Vaccins vivants atténués Cette catégorie de vaccins est, de loin, la plus utilisée en médecine vétérinaire. Les vaccins atténués contiennent un micro-organisme viable, présentant une virulence moindre que celui visé par la vaccination. Ces micro-organismes sont capables d’infecter l’animal et de s’y répliquer sans induire de signes cliniques majeurs. Les moyens habituels d’atténuation sont des méthodes physiques (comme la chaleur), chimiques ou de culture dans des conditions défavorables (8, 9).

Les techniques moléculaires modernes permettent l’atténuation de l’agent pathogène par des modifications génétiques des gènes de virulence. Un exemple est le vaccin contre la maladie d’Aujesky chez le porc qui utilise un virus dont le gène de la thymidine kinase a été supprimé (2). Des bactéries ont également fait l’objet de manipulations génétiques afin d’entrer dans la composition de vaccins. Par exemple, des souches de Pasteurella multocida et de Mannheimia hemolytica ont été rendues dépendantes à la streptomycine (4, 10).

iii. Vaccins recombinés Les vaccins recombinés sont obtenus par incorporation, dans le génome d’un micro-organisme vecteur, d’une partie spécifique du génome du micro-organisme visé par la vaccination codant un antigène d’intérêt. Le vecteur exprime l’antigène d’intérêt qui pourra être la cible du système immunitaire de l’hôte. Des expérimentations ont utilisé comme vecteur des adénovirus, des herpèsvirus et des bactéries, comme le BCG ou des salmonelles. Toutefois, ce sont les poxvirus et, plus précisément les canarypox virus, qui ont été les plus communément utilisés chez les mammifères (4). En effet, leur génome de grande taille permet d‘insérer facilement un nouveau gène et leur capacité de transmission, par effraction cutanée ou par voie orale, en font des vecteurs aisés à utiliser.

Le canarypox virus ne se répliquant pas chez les mammifères, l’innocuité du vaccin est parfaite. Ils ne peuvent ni induire de maladie, ni être excrétés dans les fluides corporels, ni être transmis par des insectes piqueurs. Ils ont été employés, avec succès, contre la leucose féline, la grippe équine et le virus West Nile (2, 11). Ils sont également capables d’induire une réponse immunitaire malgré la présence d’anticorps maternels et ne nécessitent pas d’adjuvants (2, 4).

b. Vaccins tués ou inactivés

Les vaccins inactivés contiennent le micro-organisme dans son intégralité, rendu inerte et incapable de se répliquer par des traitements chimiques (formaldéhyde, oxyde d’éthylène, acétyl-éthylèneimine) ou physiques (chaleur ou radiation). De manière à obtenir une réponse immunitaire satisfaisante, les agents chimiques utilisés doivent neutraliser le pouvoir pathogène sans trop affecter le pouvoir immunogène de l’agent pathogène. La concentration en antigènes doit être importante et un adjuvant est souvent associé (4, 8, 9, 12).

De nombreux de vaccins vétérinaires bactériens font partie de cette catégorie. Par exemple, les vaccins contre la leptospirose (Versican® Plus L4), contre la piroplasmose (Pirodog®), contre la Fièvre Q (Coxevac®), ainsi que quelques vaccins viraux, notamment contre la rage (Rabisin®) (11).

c. Vaccins sous-unitaires

Après identification des antigènes immunogènes d’un agent pathogène, le vaccin est composé d’un ou de plusieurs de ces antigènes afin de déclencher une réponse immunitaire adaptée. La nature de l’antigène purifié utilisé pour préparer le vaccin et les procédés de fabrication diffèrent selon les catégories de vaccins (4, 8).

i. Anatoxines Les anatoxines sont des toxines qui ont perdu leurs propriétés pathogènes, par traitements physiques ou chimiques, tout en conservant leur structure antigénique. Cette catégorie de vaccin n’est utilisable que lorsque le pouvoir pathogène de l’agent infectieux repose uniquement sur la production de toxines. La vaccination antitétanique en médecine vétérinaire, notamment chez les équidés, repose sur ce principe (8, 11).

ii. Vaccins protéiques Le recours aux vaccins protéiques est approprié lorsque l’immunisation avec une seule protéine ou une combinaison de protéines d’un agent pathogène, suffit à déclencher une réponse immunitaire protectrice. Ces vaccins sont obtenus par culture d’une grande quantité d’agents pathogènes, de leur inactivation suivie d’un processus de purification afin de ne recueillir que la ou les protéines voulues. Un exemple de ce type de vaccin est le vaccin contre l’influenza, composé d’un assemblage d’hémagglutinines et de neuraminidases (8).

iii. Vaccins protéiques recombinants Cette catégorie de vaccins sous-unitaires se distingue par l’implication du génie génétique à travers la technique de l’ADN recombinant pour produire les antigènes vaccinaux. Le fragment d’ADN codant pour l’antigène d’intérêt est isolé. Il est ensuite incorporé au sein du génome d’un micro-organisme (E. coli, levure…). Ce dernier exprime la protéine d’intérêt en grande quantité (4). D’une part, cette technologie permet de s’affranchir de la culture et de la manipulation d’une grande quantité d’agents pathogènes. D’autre part, la pureté de la solution d’antigènes obtenue est supérieure à celle obtenue par culture des micro- organismes pathogènes. Cependant, l’ajout d’un adjuvant est indispensable (8). Un des premiers exemples fut la production de l’antigène VP1 du virus de la fièvre aphteuse. Actuellement, en médecine vétérinaire, la

40 production de l’antigène p45, du virus de la leucose féline, rentre dans la composition de certains vaccins comme Leucogen® (2, 4).

iv. Vaccins polysaccharidiques De nombreuses bactéries pathogènes sont entièrement recouvertes d’une capsule constituée d’un assemblage de polysaccharides. La capsule protège les antigènes de surface du micro-organisme pathogène de l’action du système immunitaire de l’hôte. Néanmoins, des anticorps, dirigés contre ces polysaccharides de surface, peuvent neutraliser l’agent pathogène par l’intermédiaire d’opsonophagocytose et de l’intervention du système du complément (8).

Cependant, la structure des polysaccharides de surface peut varier, au sein même d’une espèce bactérienne, entre les différentes souches. Or, ces vaccins polysaccharidiques sont constitués de polysaccharides capsulaires purifiés. Ainsi, pour être suffisamment efficaces, ils doivent en contenir de multiples types. C’est le cas de vaccins contre Streptococcus pneumonia, en médecine humaine, qui regroupent jusqu’à 23 polyosides de différents sérotypes (Pneumovax®) (8, 13). Les polysaccharides purifiés sont des antigènes thymo-indépendants. Ils n’interagissent donc qu’avec les LB. Ils ne se lient pas aux CMH et ne sont donc pas présentés aux LT. Ceci implique l’absence de maturation des anticorps (8, 13).

v. Vaccins glycoconjugués Afin de s’affranchir des limites posées par les vaccins polysaccharidiques, le polyoside, qui joue le rôle d’haptène, est conjugué avec une grosse protéine porteuse (13). Ceci permet une interaction avec les LT aboutissant à la formation d’anticorps, de haute affinité envers le polysaccharide et de LB mémoires. Avery et Goebel ont appliqué ce principe en conjuguant un polysaccharide capsulaire de streptocoque de type 3 avec une Ig de cheval (14).

vi. Vaccin à ADN Dans ce dernier type de vaccin inerte, le gène d’intérêt est inséré dans un plasmide bactérien associé à un promoteur eucaryote fort. Après l’ajout d’un adjuvant, la solution obtenue est injectée à l’animal par voie intramusculaire. Une fois pris en charge par les cellules de l’hôte, le plasmide est transcrit en ARNm et traduit en protéine vaccinale endogène. La protéine vaccinale est présentée comme antigène endogène en association avec une molécule du CMH I. Ceci aboutit, non seulement à une réponse humorale, mais également, à une réponse immunitaire à médiation cellulaire forte (2, 4). De plus, l’implication des CPA et des molécules du CMH II est proposée par ZQ Xlang et al. pour expliquer la forte production d’IgG observée suite à l’injection de plasmides (15, 16).

Le vaccin Oncept®, commercialisé aux États-Unis, est un vaccin à ADN contenant un plasmide auquel a été incorporé l’ADNc codant la tyrosinase humaine. Dans le traitement du mélanome oral canin, son but est de prolonger la durée de vie des patients. Son efficacité a été suggérée par Verganti et al. ainsi que Grausenbaugh et al (17, 18).

Ces vaccins ont l’avantage d’être stables, peu coûteux à produire et ne nécessitent pas la manipulation d’agents infectieux (8).

d. Propriétés, avantages et inconvénients des différents types de vaccins

Le tableau III rapporte et compare les caractéristiques des vaccins à agents vivants ou inertes.

Tableau III : Résumé des propriétés, avantages et inconvénients des vaccins inertes et vivants (2, 4, 8, 9)

Vaccins vivants Vaccins inertes

Moyenne, nécessite des conditions Stabilité à la de stockage particulières Bonne conservation (réfrigération)

Protocoles de Protocoles allégés, parfois Primovaccination en deux vaccination primovaccination unique administrations puis rappels réguliers

Réplication au sein des cellules de Absence de réplication au sein des l’hôte cellules de l’hôte -Agit comme un antigène exogène Mise en place de la - Agit comme un antigène endogène - Implication majoritaire de LT CD4+ réponse - Implication majoritaire de LT - Voie Th2 dominante immunitaire cytotoxiques CD8+ - Voie Th1 dominante

RIMC et RIMH RIMH majoritaire

Efficacité supérieure Efficacité moindre - Masse antigénique initiale moindre - Masse antigénique initiale nécessaire Efficacité - Immunité durable importante - Mise en place d’une mémoire - Rappels réguliers indispensables immunologique

Intramusculaire, sous-cutanée, Voie parfois administration possible par la Majoritairement intramusculaire et d’administration voie naturelle de l’infection sous-cutanée (intranasale, orale)

Durée de Courte avec rappels souvent annuels en Longue (au moins plusieurs années) l’immunité médecine vétérinaire

Présence indispensable pour obtenir Adjuvant Absence une réponse immunitaire efficace

- Risque théorique de contamination par un micro-organisme étranger - Absence de risque de contamination - Risque de réversion de virulence et de contamination à d’autres - Possible réaction d’hypersensibilité Risques animaux liée à la présence d’un adjuvant - Risque pendant la gestation - Diminution des risques pendant la (avortements, malformations) gestation - Persistance possible chez l’hôte - Recombinaison virale possible

Coûts de production faibles, mais Coûts de développement faibles, mais Coûts coûts de développement élevés coûts de production plus élevés

4. Voies d’administration

a. La voie parentérale

Les vaccins vétérinaires sont, pour la plupart, administrés par injection intramusculaire ou sous-cutanée. Ils induisent une réponse immunitaire systémique (9). La voie sous-cutanée entraîne le dépôt de la solution vaccinale dans l’hypoderme, tissu moins vascularisé que le muscle. De plus, si l’injection est réalisée dans une couche graisseuse importante, l’absorption des antigènes est faible. La voie intradermique, également utilisable, se caractérise par une efficacité importante grâce à une excellente prise en charge des antigènes et un drainage lymphatique performant (9). Vannier et al. ont montré la non-infériorité de la voie intradermique par rapport à la voie intramusculaire, avec un vaccin vivant, chez l’espèce porcine (19). Par ailleurs, la peau du site d’injection doit être propre et sèche et les aiguilles utilisées propres et aiguisées afin de ne pas provoquer d’infection (4).

L’administration de la solution vaccinale par injection est très pertinente pour un petit nombre d’individus et pour une maladie dont l’immunité systémique joue un rôle prépondérant (4). Or, pour certaines infections, c’est l’immunité locale qui est essentielle. De plus, la majorité des agents pathogènes pénètrent dans l’organisme via les muqueuses épithéliales. Ainsi, un vaccin idéal induirait une immunité protectrice au niveau de ces tissus, ce qui n’est pas permis par l’administration du vaccin par voie parentérale (8, 9).

b. La voie orale

La voie orale a été utilisée, en premier, dans la filière avicole. Elle a permis une vaccination de masse, par le biais de l’eau de boisson, notamment contre la maladie de Newcastle, la bronchite infectieuse ou la laryngotrachéite infectieuse. L’efficacité de cette voie est, principalement, limitée par les enzymes gastriques qui dégradent les antigènes vaccinaux. Pour induire une immunité dans la durée, cette voie nécessite l’administration régulière du vaccin (9).

c. La voie intranasale

Gerber et al. ont comparé la réponse immunitaire obtenue après vaccination intranasale et intramusculaire, avec une souche vivante atténuée du virus de la rhinotrachéite infectieuse bovine (IBR). Ils ont démontré l’équivalence de la réponse immunitaire systémique obtenue par ces deux voies, mais la formation d’IgA, dans les sécrétions nasales, uniquement après inoculation intranasale (20). Cette voie implique l’utilisation de vaccins vivants atténués (9). Actuellement, de nombreux vaccins à administration intranasale sont disponibles.

La voie oculaire a également été utilisée en filière avicole avec un vaccin destiné à protéger les volailles contre la maladie de Newcastle (9).

5. Vaccins multivalents et interférence vaccinale

Dans l’optique d’une réduction des coûts, d’une meilleure commodité et d’un moindre stress pour l’animal, l’administration concomitante de plusieurs vaccins ou le recours aux vaccins multivalents sont courants en médecine vétérinaire (4). Un vaccin multivalent protège contre plusieurs agents pathogènes d’espèces différentes. Un vaccin contenant différents sérotypes d’un même micro-organisme est appelé vaccin multi- composant (21).

Bien que de multiples préparations vaccinales multivalentes aient fait preuve de leur efficacité, la question de la moindre efficacité de ces préparations a longtemps fait débat. En effet, des phénomènes d’interférences, entre les différentes valences ou les différents sérotypes d’un même micro-organisme, ont été décrits (9, 21). C’est, notamment, le cas de la vaccination contre Dichelobacter Nodosus, l’agent du piétin chez les ovins. Schwartzkopf et al. ont montré une moindre réponse immunitaire contre chacun des sérogroupes à partir de 5 sérogroupes présents dans la composition vaccinale (22). L’hypothèse d’un phénomène de compétition, appelé interférence immunologique, entre des épitopes proches est proposée (9, 21).

L’interaction entre vaccins vivants peut, également, s’expliquer par les effets immunosuppresseurs systémiques de certaines valences vaccinales. Mastro et al. ont mis en évidence une baisse sensible de la formation de lymphocytes chez des chiens vaccinés avec des souches vivantes atténuées de parvovirus canins au sein d’un vaccin polyvalent (23). Toutefois, les individus vaccinés n’ont pas présenté de signe clinique. De même, Phillips et al. ont observé une baisse sensible de la formation de lymphocytes suite à l’administration d’un vaccin multivalent vivant, associant le virus de la maladie de carré et le l’adénovirus du chien 1 ou 2 (24). Cette immunosuppression n’est pas retrouvée lorsqu’une des deux valences est administrée seule.

Par ailleurs, l’administration dans une même préparation, d’un vaccin inactivé et d’un vaccin vivant pourrait conduire à l’inactivation de la valence vivante par les composants présents dans la fraction tuée (9). De même, lors du mélange de deux vaccins tués, la compatibilité pharmacologique des adjuvants et la compatibilité des antigènes, les uns avec les autres, sont à vérifier. Ces incompatibilités sont décrites comme étant une des causes d’interférences intra-vaccinales (21). L’étude de Sawyer et al. portant sur l’action négative de doses croissantes de thimerosal sur l’immunogénicité d’un vaccin inactivé contre la poliomyélite en est une illustration (25).

Le phénomène d’interférence vaccinale est le résultat d’interactions entre de nombreux facteurs provenant du vaccin lui-même, mais également de la méthode d’administration et du sujet vacciné. Cette problématique est prise en considération par les fabricants et évaluée lors des essais cliniques pour l’obtention de l’AMM. Le respect scrupuleux du RCP, concernant la méthode et le temps de reconstitution, la voie d’administration, la possibilité d’injections simultanée avec une autre valence, permet de limiter la survenue de ce phénomène indésirable. 6. Déroulement de la réponse immunitaire post-vaccinale

Suivant la catégorie de vaccin employée, le déroulement de la réponse immunitaire post-vaccinale diffère par les voies empruntées et les acteurs sollicités.

a. De l’immunité innée à l’immunité adaptative : prise en charge des antigènes

En réponse à l’injection vaccinale, les cellules dendritiques du site d’injection reconnaissent des « signaux de danger » (antigènes vaccinaux, adjuvant) grâce à leur PRR. Cette reconnaissance entraîne la production de cytokines et chémokines qui les activent et modulent l’expression de leurs protéines de surface. De plus, ces signaux attirent des monocytes, des granulocytes et des cellules NK aboutissant à la mise en place d’un microenvironnement inflammatoire.

Les vaccins vivants reproduisent le déroulement d’une infection naturelle. Les particules vaccinales se disséminent dans l’ensemble de l’organisme via le réseau vasculaire et, en se répliquant, expriment de nombreux signaux pathogènes reconnus par les récepteurs des CPA. Ils entraînent les deux voies de présentation des antigènes. L’activation des effecteurs de la réponse immunitaire innée est rapide, puissante et étendue à l’ensemble de l’organisme. Par conséquent le site d’injection est peu important.

Les vaccins inertes, bien que contenant uniquement des protéines, des polysaccharides, ou des micro- organismes inactivés, possèdent tout de même des « signaux de danger » reconnus par les PRR des cellules dendritiques. La voie d’activation principale est la voie de présentation des antigènes exogènes via le CMH II (6). L’activation et le recrutement des CPA sont limités dans le temps et dans l’espace. Les particules vaccinales ne diffusent que localement et persistent moins longtemps que pour un vaccin vivant. L’activation des CPA est donc réduite au lieu d’injection. Ainsi, la voie et le lieu d’injection ont une réelle importance avec ces préparations.

b. Migration des CPA

Une fois activées, les CPA migrent dans les nœuds lymphatiques locaux régionaux. Ainsi, pour un vaccin vivant, l’activation des nœuds lymphatiques est multicentrique, tandis que pour un vaccin tué, elle est réduite au nœud lymphatique drainant la zone d’injection.

c. Réponse immunitaire primaire

La réponse immunitaire primaire (cf partie 1.I) est le résultat de nombreuses interactions entre les différents acteurs de l’immunité innée et adaptative.

La réponse immunitaire à médiation cellulaire et l’activation des CTL, impliquant la présence d’un antigène intracellulaire, sont principalement obtenues avec des vaccins vivants. Concernant la RIMH, la plupart des vaccins contiennent des antigènes thymo-dépendants, à l’exception des vaccins polysaccharidiques non conjugués.

d. Réponse immunitaire secondaire

Les LB mémoires, produits lors de la réponse primaire, persistent des années en l’absence d’antigènes, mais ne produisent peu ou plus d’anticorps. Cependant, un nouveau contact avec l’antigène spécifique conduira à leur réactivation rapide, leur prolifération et leur différenciation en plasmocytes. La stimulation par un LTh n’est plus indispensable. Ceci entraîne la production rapide et importante, d’IgG à forte affinité. C’est la réponse immunitaire secondaire (4).

Le principe de la vaccination s’appuie sur cette transition entre réponse primaire et secondaire. Lors de la première injection, l’organisme met en place une réponse, cellulaire et humorale, de type primaire ainsi que des cellules mémoires. Ce sont les injections suivantes, ou l’infection naturelle, qui permet la mise en place de la réponse de type secondaire.

Le tableau IV résume et compare les différentes caractéristiques des réponses immunitaires primaire et secondaire.

Tableau IV : Résumé des propriétés des réponses immunitaires primaire et secondaire

Réponse immunitaire primaire Réponse immunitaire secondaire

Antigènes donnant lieu à la Antigènes immunogènes (thymo- Tout antigène réponse immunitaire dépendants)

Dès la première exposition, Si exposition prolongée, Mise en elle apparait à l’identique place progressive en 15 jours. Délai d’apparition après chaque nouveau contact En cas de réexposition réponse très au bout de 5 jours rapide avec pic d’Ig en 2 jours

Quantité d’anticorps Faible Forte

Persistance de la réponse Moins d’un mois Plus d’un an

Classe d’Ig produite Principalement IgM IgG et/ou IgA et/ou IgE

Agglutination, activation du Ensemble des fonctions des anticorps Fonction biologique complément et précipitation suivant la classe

7. Les adjuvants vaccinaux

a. Définition, historique et besoins

Afin d’augmenter l’efficacité des vaccins les moins immunogènes, comme ceux à base de micro-organismes tués ou d’antigènes hautement purifiés, les fabricants ont recours à l’ajout d’un adjuvant à la solution vaccinale (4).

En 1925, Gaston Ramon fut le premier à découvrir la capacité de certaines substances à induire une immunité spécifique forte, envers un antigène, lorsque les deux sont administrés simultanément à un individu. Suite à l’injection de toxine diphtérique inactivée, il a observé que la production d’immunoglobulines antidiphtériques était plus importante chez les chevaux ayant développé un abcès au point d’injection. Pour reproduire ce phénomène, il utilisa diverses substances comme l’amidon, la mie de pain et le tapioca qu’il nommait : « substances adjuvantes et stimulantes de l’immunité » (26–28).

En 1926, Glenny et al. découvrent l’intérêt des sels d’aluminium dans le procédé de vaccination. Ils démontrèrent que l’ajout d’alun de potassium à l’anatoxine diphtérique augmente les titres en Ig antidiphtériques des sérums des animaux inoculés (29).

Dix ans plus tard, Freund remarque une réponse vaccinale exacerbée des bovins atteints de tuberculose. Il a mis au point une émulsion, connue sous le nom d’adjuvant complet de Freund, à base d’huile minérale, d’eau et contenant des mycobactéries inactivées. Bien que particulièrement puissant, cet adjuvant a été abandonné du fait de réactions inflammatoires trop importantes (27, 28).

Les adjuvants sont très largement employés dans les vaccins utilisés en médecine humaine ou vétérinaire, en particulier dans les nouveaux vaccins peptidiques hautement purifiés. En effet, ces derniers sont bien moins immunogènes que des vaccins vivants ou composés de micro-organismes entiers inactivés (30).

b. Qualités de l’adjuvant idéal

Bien que les vaccins utilisés en médecine vétérinaire aient, de manière générale, les mêmes objectifs que ceux utilisés en médecine humaine, des exigences différentes doivent être prises en compte dont le choix de l’adjuvant.

Concernant la vaccination des animaux de production, l’adjuvant doit être compatible avec les lois du pays dans lequel il est utilisé quant à la consommation de denrées animales à destination humaine. Il ne doit pas entraîner de lésions susceptibles de légitimer une saisie de la carcasse par les autorités sanitaires ni être la cause d’une diminution trop importante de la productivité des animaux. De plus, l’utilisation adjuvante de composants microbiens doit être particulièrement encadrée. Par exemple, l’utilisation de l’adjuvant complet de Freund est impensable chez des bovins, les mycobactéries tuées contenues rendant les bovins positifs aux tests de dépistage de la tuberculose (4, 31). Enfin, l’hétérogénéité des modes d’élevage, les contraintes épidémiologiques, les différences cruciales entre espèces doivent être prises en compte afin de mettre au point un vaccin efficace ainsi qu’un protocole et une voie d’administration adaptés (31).

Pour qu’un vaccin soit utilisable en médecine vétérinaire, l’adjuvant doit posséder la plupart des qualités suivantes :

- Être stable dans les conditions usuelles de stockage - Présenter une longue durée de conservation - Être biodégradable - Être peu coûteux - Nécessiter d’une faible quantité d’antigènes pour obtenir une réponse immunitaire efficace - Accroître l’immunogénicité des nouveaux antigènes peu immunogènes - Posséder un protocole vaccinal nécessitant peu d’injections - Induire une immunité de longue durée - Induire une réponse humorale forte caractérisée par un taux élevé d’anticorps spécifiques - Induire une réponse immunitaire à médiation cellulaire forte - Induire une protection croisée envers tous les sérotypes de l’espèce microbienne cible - Permettre une immunisation par d’autres voies que la voie injectable - Induire une réponse immunitaire forte chez des populations dont la réponse vaccinale est généralement moindre (individus jeunes ou âgés, immunodéprimés) (27, 28, 31, 32)

c. Mode d’action des adjuvants

Les mécanismes d’action des adjuvants, longtemps restés inconnus, ont été pour certains, progressivement élucidés (33).

Les vaccins visent généralement la mise en place d’une réponse immunitaire acquise spécifique. Cependant, celle-ci ne peut s’établir sans l’intervention des différents acteurs de l’immunité innée. En effet, l’administration d’une quantité importante d’antigènes, sans stimuli pro-inflammatoires concomitants, peut conduire à l’effet inverse c’est-à-dire à la tolérance immunitaire envers cet antigène (1).

La plupart des adjuvants permettent donc d’activer fortement l’immunité innée. Suivant leurs modes d’action, ils peuvent être classés en trois catégories.

i. Effet dépôt Certains adjuvants empêchent la dissémination rapide des antigènes dans l’organisme. Sans cette substance, les antigènes diffuseraient rapidement dans les vaisseaux lymphatiques et sanguins, diminuant les propriétés immunogènes du vaccin. D’autre part, l’adjuvant, peu soluble et lentement dégradable, protège les antigènes d’une dégradation rapide. Grâce aux propriétés inflammatoires de l’adjuvant, il se forme, au point d’injection, un granulome riche en macrophages où les antigènes sont séquestrés. La lente diffusion des antigènes hors du granulome permet la stimulation du système immunitaire pendant plusieurs semaines. Les principaux adjuvants présentant ce mode d’action sont les émulsions huile dans eau, et les sels d’aluminium (1, 4).

ii. Adjuvants particulaires Ces substances permettent une meilleure prise en charge des antigènes par les CPA. Les CPA capturent et internalisent plus facilement les micro-organismes que les antigènes solubles. Les adjuvants particulaires sont donc composés d’antigènes incorporés dans des particules aisément phagocytables par les CPA. Ce sont principalement les émulsions, les liposomes et les complexes immunostimulants (ISCOMS).

iii. Adjuvants immunostimulants Les adjuvants immunostimulants permettent d’activer directement les CPA et aboutissent à une production accrue de cytokines. La plupart d’entre eux sont dérivés d’agents pathogènes et contiennent des PAMP. Ces derniers sont reconnus par les PRR des cellules dendritiques et des macrophages. Cette reconnaissance permet l’activation des CPA et la production de cytokines nécessaires à la mise en place de la réponse immunitaire, comme l’IL-1 ou l’IL-12. Selon les PAMP utilisés, le profil de cytokines produites par les CPA varie. De cette manière, les adjuvants peuvent orienter la réponse immunitaire adaptative vers la voie Th1 ou la voie Th2, conduisant respectivement à une réponse immunitaire majoritairement cellulaire ou humorale (31).

Cette classification des adjuvants, basée sur une simplification des principaux modes d’action, est l’une des nombreuses proposées dans la littérature. De nombreux adjuvants vont cumuler plusieurs des effets décrits.

d. Principaux adjuvants vaccinaux utilisés

i. Les sels d’aluminium Utilisés depuis plus de 80 ans, les sels d’aluminium sont les adjuvants les plus largement employés en médecine humaine et vétérinaire (27). Cette appellation regroupe l’hydroxyde et le phosphate d’aluminium. Bien que leur propriété adjuvante soit connue depuis 1926, leur mécanisme d’action est toujours sujet à controverse. L’effet dépôt, communément proposé, a été récemment remis en question (34).

Grâce à leurs propriétés inflammatoires, ils participent au recrutement massif des CPA. L’acide urique, produit suite aux altérations cellulaires produites par leur administration, est reconnu par les CPA. Ces adjuvants stimulent quasi exclusivement la mise en place d’une réponse immunitaire humorale via la voie Th2. Ils sont également suspectés d’activer le système du complément et les polynucléaires éosinophiles (4).

Malgré de rares réactions allergiques ou formations de granulomes, leur grande sécurité d’utilisation est un avantage indéniable. Toutefois, il s’agit d’adjuvants faibles : de multiples injections sont nécessaires pour obtenir une réponse immunitaire de longue durée (35), ils ne stimulent que faiblement la réponse immunitaire à médiation cellulaire. Les vaccins les contenant ne peuvent pas être stérilisés par filtration, congélation ou lyophilisation (27).

ii. Les liposomes Les liposomes sont des vésicules composées de phospholipides et de cholestérol. Les antigènes, suivant leur nature hydrophile ou hydrophobe, peuvent être incorporés, respectivement, dans leur lumière ou au sein de leur membrane. L’effet des liposomes dépend de leur taille, du nombre de couches lipidiques membranaires et de leur charge (1, 30). De plus, l’incorporation au sein de leur membrane de PAMP, comme des dérivés de LPS, leur confère des propriétés immunostimulantes (31). Ils activent, à la fois la réponse immunitaire à médiation humorale et celle à médiation cellulaire. Les essais montrent une efficacité et une innocuité satisfaisantes. Cependant, leur manque de stabilité et la complexité de leur fabrication en font des adjuvants très rarement utilisés en médecine vétérinaire. Baca-Estrada ME et al. contre l’IBR et Mallick et al. contre la brucellose y ont eu recours (31, 36).

iii. Les émulsions Les émulsions sont définies comme la dispersion d’un liquide minoritaire, dit « phase dispersée », dans un second liquide majoritaire, appelé « phase continue », dans lequel le premier n’est pas miscible. Dans les vaccins, ces deux phases sont l’eau et l’huile (26). Deux catégories sont principalement utilisées : les émulsions huile dans eau (H/E) et les émulsions eau dans huile (E/H). Afin de stabiliser l’émulsion, l’ajout d’un surfactant (molécule amphiphile) est nécessaire. En médecine vétérinaire, il s’agit, notamment, du Tween, du polysorbate , du span 85, du myrj et du brij (37).

Les émulsions se distinguent par la nature des huiles et des surfactants utilisés et par le rapport des composants entrant dans leur composition. Ces caractères leur confèrent des propriétés de viscosité, de stabilité et d’immunogénicité variées (26).

• Emulsions eau dans huile : Il s’agit de microgouttelettes d’eau, stabilisées par un surfactant, dans une phase huileuse (huile minérale ou squalène). Elles sont, généralement, recommandées chez les bovins, les petits ruminants, les volailles et les poissons lorsqu’une immunité de longue durée est recherchée. Elles sont peu coûteuses à produire et permettent de diminuer la concentration en antigènes et d’alléger le protocole vaccinal, ce qui en fait un atout dans la recherche de production de vaccins à coûts réduits. Néanmoins, elles entraînent, régulièrement, des réactions inflammatoires locales importantes, responsables de la formation de granulomes et d’ulcères (32). Enfin, leur viscosité élevée en fait des produits difficiles à injecter. Ces désavantages expliquent leur moindre utilisation en médecine humaine et en médecine vétérinaire, pour les animaux de compagnie (35).

• Emulsion huile dans eau : Ces émulsions, comme le MF59, sont constituées de microgouttelettes d’huile, stabilisées par un surfactant, dispersées dans une solution aqueuse. Elles libèrent les antigènes plus rapidement que les émulsions E/H et permettent la mise en place d’une bonne immunité à court terme. Il semblerait que les gouttelettes lipidiques soient capables d’emprunter les vaisseaux lymphatiques jusqu’aux nœuds lymphatiques. Leur faible viscosité entraîne également de plus faibles réactions aux points d’injection (35).

Leur mode d’action n’est que partiellement élucidé, une synthèse peut néanmoins être proposée (Tableau V).

Tableau V : Différents modes d'action des émulsions vaccinales (37)

• Libération lente de l’antigène au site d’administration • Protection de l’antigène contre une dégradation rapide par protéolyse

• Inflammation et recrutement des cellules CPA E/H • Amélioration de la prise en charge de l’antigène (interaction tensioactif-membrane cellulaire) • Accumulation lymphocytaire au niveau des ganglions drainants • Réponse immunitaire à la fois à médiation humorale et cellulaire • Réactions inflammatoires locales fréquentes

• Réponse immunitaire principalement à médiation cellulaire • Optimisation la prise en charge de l’antigène H/E • Activation indirecte des CPA • Réactions inflammatoires locales réduites par rapport aux émulsions E/H

iv. Saponine Les saponines sont des substances solubles naturelles. Elles sont isolées de l’écorce d’un arbre Quillaja saponaria. Leurs propriétés adjuvantes ont été découvertes en 1951, par Espinet. Le composé QuilA, fréquemment présent dans les vaccins, correspond à ces substances partiellement purifiées. Leur action adjuvante et leur toxicité réduite ont été démontrées par de nombreux essais cliniques en médecine humaine (36). En médecine vétérinaire, c’est le composé QuilA qui a été le plus largement utilisé, notamment dans des essais vaccinaux contre le virus de la grippe équine, le parvovirus canin ou le virus de la leucose féline (35). Les saponines font partie des immunomodulateurs, elles peuvent induire une réponse immunitaire, à médiation humorale et cellulaire forte, ainsi que l’activation de CTL (30, 35).

v. Complexes immunostimulants ISCOMS® Les ISCOMs® sont des complexes spontanés obtenus par association entre des molécules de cholestérol, de saponines et d’autres lipides, formant une vésicule pentagonale, stabilisée par des interactions hydrophobes. Ils permettent de délivrer, efficacement, les antigènes aux CPA. Ils stimulent la mise en place d’une réponse immunitaire, à médiation humorale et cellulaire, ainsi qu’une réponse cytotoxique efficace (36). De nombreux essais vaccinaux ont montré leur efficacité en médecine vétérinaire, notamment contre le virus de l’IBR, de la leucose féline, de la maladie de carré ou de la grippe équine (35). Un vaccin utilisant cette technologie est commercialisé en Europe contre le virus de la grippe équine : EQUIP ®FT.

vi. Adjuvants dérivés bactériens Différentes espèces bactériennes ont été utilisées comme adjuvants, notamment Mycobacterium spp., Corynebacterium parvum et Neisseria meningitidis. Leur toxicité locale est un frein à leur emploi. Afin de pallier cet obstacle, certains composés bactériens, relativement conservés, ont été isolés et utilisés comme adjuvants.

• N-acétyl muramyl-L-alanyl-D-isoglutamine (MPD) Le pouvoir immunogène de ces bactéries repose en partie sur le MPD. Il s’agit d’un peptidoglycane de la paroi de certaines bactéries. Ses propriétés immunogènes dépendent des conditions d’administration. En solution, il stimule la réponse immunitaire à médiation humorale, tandis qu’incorporé dans des liposomes ou mélangé à du glycérol, il induit une réponse immunitaire cellulaire forte (30, 32).

• Monophosphoryl lipide A Un autre groupe important de dérivés bactériens sont les LPS. Ils sont présents à la surface des bactéries Gram –. L’élément structural responsable de leur pouvoir immunogène est le lipide A. Il est transformé, par hydrolyse acide, en monophosphoryl lipide A (MPL) (notamment par Ribi en 1979). Cette modification permet d’éviter l’action toxique du LPS tout en conservant son effet immunostimulant. En effet, reconnus par les TLR 4 des CPA, les MPL aboutissent à la production accrue de cytokines pro-inflammatoires, notamment d’IL-2 et d’IFN-γ, qui engagent la réponse immunitaire plutôt dans la voie Th 1 (27, 32).

• Oligodésoxynucléotides (ODN) CpG Les propriétés immunostimulantes de l’ADN bactérien, grâce à la présence de motifs nucléotidiques spécifiques répétés, ont fait l’objet de nombreuses publications (31, 38). Leur fréquence est de 3 à 20 fois supérieure au sein de l’ADN procaryote comparé à l’ADN de vertébrés. Ces motifs nucléotidiques, une fois reconnus par les TLR 9 intracellulaires des CPA, auraient la capacité d’induire une forte réponse immunitaire de type Th1. D’autre part, ils pourraient inhiber une réponse immunitaire de type Th2, déjà mise en place, et la réorienter vers une réponse immunitaire de type Th1. L’isolement et la production de ces motifs nucléotidiques spécifiques font l’objet d’essais cliniques, particulièrement, en médecine humaine. Néanmoins, ils ont déjà été incorporés au sein d‘un essai vaccinal contre Toxoplama gondii chez le porc (30–32).

vii. Cytokines Les cytokines sont incluses dans la classification moderne des adjuvants. L’efficacité d’un vaccin et le type de réponse immunitaire engendré dépendent majoritairement du profil de cytokines produites. Ainsi, l’utilisation de cytokines comme adjuvant semble prometteuse. Les essais portent sur l’utilisation de GM-CFS (qui participe au recrutement et à l’activation des CPA) ainsi que sur l’IL-12 (qui permettrait d’activer les LT et d’orienter la réponse immunitaire suivant la voie Th1). Leur potentiel est, particulièrement, intéressant dans les vaccins à ADN ou elles pourraient être exprimées par le même vecteur que l’antigène (32, 39). Des résultats probants ont, notamment, été obtenus avec l’utilisation d’IL-12 dans un vaccin sous-unitaire contre le virus de l’immunodéficience féline (40). La répétition nécessaire de leur administration (si préformées), leur toxicité (potentiels chocs et maladies auto-immunes) et leur spécificité d’espèce partielle, sont autant de freins à leur emploi (30, 32).

e. Combinaison d’adjuvants vaccinaux

Traditionnellement, les adjuvants, comme les sels d’aluminiums, sont utilisés seuls. Néanmoins, des systèmes d’adjuvants plus complexes sont élaborés dans le but d’obtenir une réponse immunitaire la plus complète et la plus large possible. Ils sont obtenus par mélange, ou incorporation, de plusieurs adjuvants dans une même solution. Le modèle le plus répandu est l’association d’un adjuvant dit « classique » avec une molécule immunostimulante. Anciennement, l’adjuvant complet de Freund (mycobactéries et émulsion E/H) est un exemple fondateur. Selon les associations réalisées, la réponse immunitaire et les effets secondaires obtenus peuvent être supérieurs, semblables ou moindres que lors de l’utilisation d’un unique adjuvant. Ainsi, chaque système doit être utilisé selon sa compatibilité avec l’antigène utilisé et selon la réponse immunitaire espéré. Enfin, l’objectif visé en associant des adjuvants est d’obtenir une réponse synergique et non simplement additive. De ce fait, les différents adjuvants réunis doivent activer des voies différentes du système immunitaire (27, 32, 35, 36).

Le tableau VI rapporte quelques systèmes d’adjuvants utilisés dans des préparations commerciales ou au sein d’essais cliniques.

Tableau VI : Exemples de systèmes d'adjuvants utilisés pour la mise au point de vaccins (27)

Système Composition

Liposomes AS01 MPL QS21

Vitamine E AS03 Squalène Emulsion H/E

MPL AS04 Sels Aluminium

8. Immunité néonatale et interférence immunitaire causée par les anticorps maternels lors de la vaccination

a. Immunisation du veau et transfert colostral

Suivant les espèces considérées, il existe des différences significatives dans la mise en place de l’immunité néonatale. Ces différences sont reliées au type de placentation. Les carnivores domestiques présentent une placentation endothéliochoriale qui laisse passer une maigre fraction des IgG maternels dans le sang fœtal de telle sorte que la concentration sérique en IgG du jeune à la naissance varie entre 5 et 10 % de la concentration sérique en IgG de la mère. Inversement, les ruminants d’élevage présentent une placentation syndesmochoriale interdisant tout passage d’immunoglobulines maternels avant la naissance. Ainsi, le jeune ruminant nait avec un système immunitaire fonctionnel, mais agammaglobulinémique (exception faite de la rencontre avec un agent pathogène in utero) (4).

Nous développerons dans la suite de cette partie l’exemple du veau.

La protection immunitaire fœtale du veau est principalement assurée par les effecteurs de l’immunité innée. Néanmoins, l’ensemble des acteurs cellulaires de l’immunité adaptative sont déjà présents, mais en moindre quantité par rapport à l’individu adulte. Enfin, à cause de la production fœtale de cortisol, dans le dernier mois de gestation, le nombre et la capacité fonctionnelle des effecteurs cellulaires de l’immunité décroissent. Ainsi, le veau nouveau-né, agammaglobulinémique, qui possède un système immunitaire naïf est, de plus, handicapé par l’influence hormonale de la parturition (notamment par la progestérone, la prostaglandine placentaire et le cortisol fœtal). Sa survie est rendue possible par immunisation passive, via l’ingestion du colostrum maternel. Ce dernier est défini comme la première sécrétion de la mamelle juste après la naissance. Il contient principalement un mélange d’anticorps, de cytokines, de cellules et de nutriments (41).

Chez les bovins, la quasi-totalité des IgG, 60 % des IgM et 50 % des IgA du colostrum proviennent du sang maternel. Le complément est produit, localement, par des plasmocytes mammaires. Le passage des immunoglobulines du torrent circulatoire à la lumière des acini des glandes mammaires se fait par diffusion non spécifique des protéines au sein des tissus et par transcytose au travers des cellules épithéliales mammaires. Ce transport possible grâce à la présence, à la surface de l’épithélium mammaire, de récepteurs spécifiques reconnaissant les Ig (41, 42).

La composition du colostrum évolue rapidement après la mise bas. Les taux d’albumines, de globulines, de sels minéraux et de vitamines diminuent, tandis que le taux de lactose augmente progressivement. Après plusieurs jours, la composition des sécrétions mammaires est celle du lait. Le colostrum contient, également, des cytokines, des facteurs antimicrobiens non spécifiques (lactoferrine, lysozyme et lactoperoxydase) et des leucocytes maternels (>1.106 /mL colostrum) dont l’implication dans la réponse immunitaire, bien que non totalement élucidée, est suspectée (41).

La race, la parité, la gémellité, l’état corporel et l’état sanitaire de la mère sont autant de facteurs susceptibles de faire varier la composition et la qualité du colostrum. Or, comme les IgG représentent plus de 85 % de l’ensemble des Ig contenues dans le colostrum et que la relation entre quantité d’IgG et survie néonatale du veau est la mieux connue, la qualité du colostrum est communément évaluée par leur concentration. Cette dernière varie de 9g/L à plus de 196g/L (43, 44).

Son ingestion dans les quelques heures suivant la naissance permet au nouveau-né d’obtenir une concentration sérique en Ig significativement supérieure, pendant les premiers jours de vie, par rapport à des veaux ne l’ayant pas reçu (45).

Les immunoglobulines maternelles sont absorbées, par le jéjunum du veau, pendant les premières heures de vie. Des récepteurs présents à la surface des cellules de l’épithélium intestinal reconnaissent la région constante (Fc) des Ig et permettent leur absorption par endocytose. Cette action des récepteurs commence à décroître au bout de 6h et devient nulle au bout de 48h (46).

Le système immunitaire du veau étant immature, la réponse adaptative, traduite par la production d’anticorps endogène, n’est significative qu’à partir de 16 jours. Elle n’approche le taux d’anticorps d’un individu adulte que vers 4 mois. Cette réponse est plus précoce chez les individus privés de colostrum. La survie du veau au cours des premières semaines est également fonction de son taux d’IgG sérique (43). La qualité de l’immunisation passive est corrélée à la quantité et à la qualité du colostrum ingéré ainsi qu’à la rapidité de son ingestion. La prise colostrale, par l’immunisation passive qu’elle permet, est le déterminant majeur des défenses immunitaires du nouveau-né pendant ses premiers jours de vie (47).

b. Interférence immunitaire causée par les anticorps maternels

Bien qu’indispensables à la survie du nouveau-né, les Ig maternelles pourraient inhiber la mise en route de son système immunitaire propre, lors de la rencontre avec un agent pathogène. C’est le phénomène d’interférence maternelle (48).

La durée de l’interférence immunitaire est intrinsèquement corrélée à la persistance des IgG dans le sérum de l’hôte. Leur cinétique de décroissance causée par le catabolisme protéique dépend, à la fois, de leur persistance et de la quantité absorbée. Ainsi, chez les ruminants d’élevage, la concentration en IgG maternels circulants descendrait en dessous du seuil d’interférence au bout de quelques semaines à 8 mois (48). Awa et al. ainsi que Tsutsui et al. ont étudié la cinétique de décroissance des immunoglobulines maternelles. Ces études ont été menées chez des veaux après immunisation des mères contre le virus d’Akabane et chez des agneaux après vaccination des mères contre le virus de la peste des petits ruminants. Il apparait, dans les deux cas, une nette décroissance à partir de l’âge de 3 mois (49, 50).

De nombreuses études menées en médecine vétérinaire se sont attachées à montrer l’impact des anticorps maternels sur la vaccination de jeunes individus. Le tableau VII en rapporte quelques exemples.

Tableau VII : Exemples d'inhibition de séroconversion par les anticorps maternels lors d'épreuves vaccinales

Type Caractérisation possible de Agent Espèce animale de l’interférence causée par les Ig Auteurs pathogène vaccin maternels

Absence d’augmentation d’Ig Maladie de Vivant spécifique en réponse à la (51, 52) Chien Carré atténué première injection vaccinale

70 % des individus à taux d’Ig maternels faibles ont présenté Herpès virus une séroconversion contre (53) félin Inactivé 29 % des individus à taux d’Ig maternels fort

Chat Taux d’Ig spécifiques plus faible après la première et la deuxième injection vaccinale Parvovirus félin Inactivé chez les individus à haut taux Ig (53) maternels par rapport aux individus à bas taux Ig maternels

Suppression de la réponse humorale primaire lors d’inoculation par voie Vivant intranasale (54) Virus atténué Absence de séroconversion lors respiratoire d’une double inoculation syncytial bovin intramusculaire à 3 semaines d’intervalle

Absence de séroconversion en Inactivé réponse à une injection (55) Bovin vaccinale unique

Vivant Absence de séroconversion lors atténué d’épreuves vaccinales en (56) et présence d’un haut taux d’Ig Virus de la inactivé maternels Diarrhée virale Signes cliniques de la maladie bovine plus importants après Vaccin inoculation dans le groupe (57) vivant vacciné en présence d’Ig maternelles

De manière générale, les résultats sont en faveur d’une moindre réponse immunitaire humorale chez les individus possédant des taux élevés d’anticorps maternels au moment de la vaccination par rapport aux sujets privés de colostrum.

Contrairement à la réponse humorale, la présence d’anticorps maternels ne semble pas interférer avec la réponse immunitaire médiée par les LT (4). Endsley et al. ont mis en évidence la présence de LT CD4+ et de LT CD8+ spécifiques, en quantité significative, après inoculation d’un vaccin vivant à des veaux porteurs d’anticorps maternels spécifiques (56). Van des Sluijs et al. ont obtenu un dosage d’IFN- γ significativement plus important dans le groupe vacciné porteur d’anticorps maternels que chez le groupe témoin (55). De plus, Endsley et al. ont mis en évidence la formation de LB mémoires lors d’une primo-vaccination, malgré la présence d’anticorps maternels. En effet, dans cette étude, lors de l’injection vaccinale de rappel, 14 semaines après la première, l’ensemble des sujets développent une réponse humorale anamnestique spécifique (56).

c. Hypothèses expliquant l’interférence maternelle

i. Neutralisation des micro-organismes La première hypothèse fut la neutralisation rapide des micro-organismes vaccinaux vivants par les anticorps maternels circulants, empêchant ainsi leur réplication et la stimulation des LB. Cette hypothèse ne permet pas d’expliquer la stimulation suffisante des LT et n’est pas envisageable pour les vaccins inactivés (4).

ii. Masquage sélectif des épitopes B Le simple masquage des épitopes B a également été évoqué. Les anticorps maternels, s’ils sont présents en quantité suffisante, se fixeraient aux épitopes B et ne permettraient plus la reconnaissance antigénique par les BCR des LB. Cette hypothèse permet d’expliquer l’absence d’inhibition de la réponse T et le fait que de fortes doses d’antigènes permettent de dépasser l’inhibition immunitaire causée par les anticorps maternels (4, 58).

iii. Inhibition de l’activation des LB via le CD32 Un des derniers mécanismes avancé est l’action inhibitrice des Ig maternelles médiée par le CD32, de la transduction du signal provenant du BCR. En effet, les LB présentent, à leur surface, des récepteurs de la fraction Fc des Ig. Lorsqu’un antigène est pris en charge, à la fois par le BCR et par un anticorps qui lui est spécifique, l’anticorps peut être reconnu par une glycoprotéine de surface du LB : le CD32. Cette reconnaissance croisée inhibe l’activation du LB (Figure 1). Montré d’abord in vivo, ce mécanisme est contesté suite aux travaux de Karlsson et al. qui ont obtenu une inhibition de la réponse humorale chez des souris dépourvues de récepteurs CD32 (4, 58, 59).

Figure 1 : Inhibition de l’action des LB par les Ig maternelles via le CD32 (49)

d. Variabilité de la durée de l’interférence maternelle entre individus

La durée de l’interférence maternelle envers un agent pathogène reste très difficile à prévoir et dépend de très nombreux paramètres. Premièrement, elle est fonction de la persistance des IgG, celle-ci variant, selon les espèces, de 16 à 32 jours chez les ruminants et de 8 à 9 jours chez les carnivores domestiques (4). Elle dépend, également, du taux d’anticorps spécifiques de la mère et de la quantité de colostrum ingérée. Ainsi, suivant l’ordre de naissance, des différences significatives entre individus d’une même portée peuvent être relevées. Cette variation sera à prendre en compte dans l’élaboration du protocole vaccinal (2, 9).

Dès lors, il existe une période, appelée « trou immunitaire », propre à chaque individu, au cours de laquelle le taux d’anticorps maternels spécifiques n’est plus suffisant pour garantir une protection efficace. Le taux d’anticorps sera, cependant, suffisant pour interférer avec le processus vaccinal (2).

Cette interférence semble varier, également, avec l’agent pathogène. Jones et al. ont observé, chez l’Homme, l’inhibition de la réponse vaccinale à la toxine tétanique et à des composants de pneumocoques, en cas de taux élevés d’anticorps maternels. Ils n’ont pas retrouvé ce phénomène lors de l’immunisation avec Bordetella pertussis ou Haemophilus influenzae type B (60).

e. Application au protocole vaccinal

De nombreux paramètres interviennent dans l’expression de l’interférence maternelle. Pour l’éviter, il convient de déterminer le moment le plus précoce, où le taux d’anticorps maternels est suffisamment faible pour permettre une réponse vaccinale. Le dosage, par individu, du taux d’anticorps spécifiques serait la solution idéale, permettant d’ajuster, au mieux, le schéma vaccinal. Or, pour des raisons, pratiques et financières, cette technique reste confinée aux travaux de recherche (58). Ainsi, en prenant en compte la pression de l’agent infectieux, les individus concernés et les propriétés des vaccins, il convient d’établir des protocoles vaccinaux les plus en phase avec la situation immunitaire du troupeau. Ces protocoles devront satisfaire aux recommandations de la littérature.

i. A partir de quand vacciner ? Bien que la plupart des composants du système immunitaire du veau soient présents à la naissance, ils ne deviennent fonctionnels qu’entre 2 et 4 semaines et continuent de se développer jusqu’à la puberté. Ainsi, si la maladie est néonatale, la vaccination des veaux, dans les 2 premières semaines, ne sera pas une bonne option (47). D’après Woolums, la réponse immunitaire lors d’une vaccination dans le premier mois de vie est significativement plus faible que celle obtenue en réponse à une vaccination ultérieure. Ainsi, pour obtenir une réponse immunitaire efficace, il convient de ne pas vacciner avant l’âge de 3 ou 4 semaines (61).

Toutefois, dans les troupeaux où la qualité du transfert colostral est mauvaise, vacciner dans le premier mois est envisageable. Ellis et al. ont mis en évidence une protection vaccinale efficace chez des veaux privés de colostrum et vaccinés, avec un vaccin à virus vivant, à 14 jours (57). Les études qui reprennent cette situation ont été réalisées, principalement, avec des vaccins à virus vivants. Néanmoins, en cas de vaccination avec un vaccin à virus vivant, si l’immunodéficience des sujets vaccinés est trop sévère, ils pourront présenter des signes cliniques de la maladie. Bien que moins documenté, en cas d’immunosuppression sévère suspectée, le recours à un vaccin tué doit être privilégié (61).

Par ailleurs, il est quasiment impossible de déterminer un âge, valable pour l’ensemble des agents pathogènes, à partir duquel la vaccination pourrait être réalisée sans craindre l’interférence maternelle. La littérature propose des protocoles par couple agent pathogène – espèce cible, basés sur la connaissance de la cinétique du taux d’anticorps maternels spécifiques et sur les périodes les plus propices à l’infection. Ainsi, pour les agents infectieux respiratoires du veau, il semble, qu’à partir de l’âge d’un mois, l’utilisation parentérale d’un vaccin vivant entraîne une protection significative (61).

Concernant le virus de la diarrhée bovine (BVD), les travaux de Munoz-Zanzi et al. (62), étudiant la cinétique de décroissance des anticorps anti-BVD, montrent que la moitié des veaux possèdent un seuil en anticorps spécifiques inférieur au seuil de protection après 141 jours (62). Rush et al. suggèrent qu’un protocole, basé sur une primo-vaccination avant 60 jours, n’entraîne pas de protection significative (63). Chase et al. recommandent une première injection vaccinale entre l’âge de 2 et 3 mois, suivie d’un rappel 3 à 4 semaines plus tard (48).

Plusieurs études, comme celle de Ridpath et al. mettent en évidence une protection significative après vaccination en présence d‘anticorps maternels et ce, même lorsque le taux d’anticorps est descendu sous le seuil protecteur (64). En effet, c’est la réponse humorale qui est affectée. La vaccination des sujets porteurs d’anticorps maternels n’affecte pas la mise en place d’une réponse immunitaire protectrice médiée par les LT (56). Malgré l’absence de réponse humorale initiale, Brar et al. ont montré que des veaux recevant un vaccin à virus vivant, contre l’IBR, présentaient une réponse humorale forte et rapide lors d’épreuve avec l’agent pathogène ou de seconde injection vaccinale (65). Cette observation, renouvelée depuis, permet d’envisager la différenciation et la prolifération de LB mémoires, lors de la première injection, permettant la mise en place d’une réponse anamnestique lors d’un contact ultérieur avec l’agent pathogène (41). Ainsi, malgré l’importance apparente de l’interférence maternelle, il pourrait être utile de vacciner précocement, surtout pour les maladies où la réponse immunitaire à médiation cellulaire est recherchée (61).

ii. Moment adéquat pour le rappel vaccinal Les protocoles de vaccination, notamment ceux basés sur l’utilisation de vaccins à agents pathogènes tués, intègrent la nécessité d’une injection de rappel. Le délai entre les deux injections doit permettre à la réponse immunitaire primaire de se mettre en place, aux LB de proliférer et de se différencier en LB mémoires. Chez les bovins, cette durée est estimée à, au moins, 17 jours. Néanmoins, elle varie en fonction de l’amplitude de la stimulation engendrée par la première injection vaccinale. L’administration d’un rappel est préconisée 3 à 4 semaines suivant la primo-injection (47).

f. Solutions envisagées pour s’affranchir de l’interférence maternelle

i. Choix de la voie d’inoculation Pour dépasser l’interférence maternelle, de nouvelles voies d’inoculation sont utilisées. L’utilisation de vaccins intranasaux semble prometteuse (41). Mahan et al. ont montré l’efficacité d’un vaccin intranasal, à virus vivant, contenant une souche modifiée du virus de l’IBR (66). L’étude a été menée chez des veaux, dans leur première semaine de vie, en présence d’anticorps maternels. La vaccination intranasale permet à la souche vaccinale de se répliquer localement, là où les anticorps maternels pénètrent faiblement. Cependant, la protection vaccinale engendrée est principalement locale, le taux d’anticorps spécifiques systémiques est généralement faible. Néanmoins, de nombreuses études mettent en évidence une protection efficace plusieurs mois, suite à la vaccination précoce avec un vaccin à agent pathogène vivant intranasal. Les agents infectieux concernés sont le virus de l’IBR, le virus respiratoire syncytial bovin, le Parainfluenza 3 ou Pasteurella multocida (47, 48).

En Europe, un vaccin à virus vivant, administrable par voie intranasale, dès le 9e jour, est commercialisé chez les veaux. Il apporte une protection contre le PI3 et le RSV (11).

ii. Vaccination des femelles gravides Pour apporter une protection rapide contre les affections néonatales, il a été également envisagé d’apporter au veau une protection passive spécifique suffisamment importante. Pour y parvenir, la vaccination des mères a été étudiée. L’administration, à 4 semaines d’intervalle, de deux doses d’un vaccin commercial contre Salmonella enterica serovar Newport, à des vaches en fin de gestation, a entraîné un taux d’anticorps spécifiques plus important chez les veaux issus de mères vaccinées que chez les veaux du groupe contrôle (67). D’autres études, menées avec un vaccin contre les entérobactéries ou contre Mannheimia haemolytica, ont mis en évidence une immunisation passive significativement plus importante chez les veaux issus de mères vaccinées. Le respect du protocole vaccinal des mères est primordial. Pour que les anticorps soient présents dans le colostrum, il faut que le protocole vaccinal soit terminé avant la période de colostrogénèse, soit environ 2 mois à 3 semaines avant le vêlage (68). Cependant, le nombre d’études reste faible et elles étudient, souvent, l’immunisation passive et non la protection réelle conférée par les anticorps maternels (69).

iii. Propriétés particulières des vaccins Enfin, la composition du vaccin peut jouer un rôle dans la limitation de l’interférence maternelle. La préparation de vaccins avec des taux élevés d’antigènes est régulièrement évoquée (58). De même, l’utilisation d’adjuvants permettrait de surmonter cette interférence (48). En effet, la vaccination de veaux âgés de 4 semaines, avec un vaccin inactivé, avec de l’hydroxyde d’aluminium et de la saponine comme adjuvants, a permis une protection significative lors de l’épreuve avec l’agent pathogène, 4 semaines plus tard (70). Les vaccins à agent pathogène vivants semblent moins sujets à l’inhibition de la réponse vaccinale par rapport aux vaccins tués. Pendant cette période, le recours au vaccin à agent pathogène vivant devrait être privilégié (53, 61). 9. Effets secondaires liés à la vaccination

Depuis plusieurs années, une certaine défiance de l’opinion publique envers l’utilisation des vaccins s’est développée, y compris en médecine vétérinaire. Plusieurs études se sont attachées à recenser la prévalence des réactions vaccinales chez les carnivores domestiques (2).

a. Prévalence et nature des réactions vaccinales

La majorité des études synthétiques, concernent les carnivores domestiques. Bien que des différences d’espèces soient envisageables, elles apportent des précisions notables sur la nature des réactions vaccinales attendues. Une première étude rétrospective a été menée, sur plus d’un million de chiens, sur l’apparition de réactions vaccinales dans les 3 jours suivant l’administration de vaccins (71). Suivant la même méthodologie, 2560 réactions vaccinales ont été étudiées suite à la vaccination de presque 500.000 chats (72). Valli a étudié les déclarations d’effets secondaires, adressées par les praticiens vétérinaires aux autorités canadiennes, entre le 1er janvier 2010 et le 30 juin 2014, suite à la vaccination de chiens ou de chats (73).

La prévalence des réactions vaccinales est de 0,26 % (74) ou de 0,38 % chez les chiens (71) et de 0,48 % chez les chats (72). Elles surviennent dans 92 % des cas, dans les 3 jours qui suivent la vaccination (72).

La nature rétrospective des études, la probable sous-déclaration des réactions ou l’impossibilité d’imputer la manifestation clinique à la vaccination peuvent expliquer les variations observées. De plus, la différence de classification des signes cliniques, suivant les auteurs, peut-être la raison des différences observées (72). Le tableau VIII présente la prévalence des réactions vaccinales répertoriées en fonction des espèces et des auteurs.

Tableau VIII : Proportions des différentes des réactions vaccinales (71, 72, 73)

Prévalence

Chien Chat Signes cliniques (73) (71) (73) (72)

Réaction allergique autre 24 % 31,7 % 3,5 % 15,4 % qu’anaphylaxie

Choc 3 % 1,7 % 0,5 % 0,7 % anaphylactique

Dyspnée 1,4 % 2 %

Vomissements 22,8 % 10 % 21 % 10,3 %

Diarrhée 7,2 % 7,5 %

Douleur 2,2 % 3,2 %

Léthargie 17,5 % 27 % 5,5 % 54,2 % Fièvre 1,2 % 8 %

Atteinte appareil

respiratoire 7 % 2 %

supérieur

Réaction au site d’injection (hors 10 % 8 % 12,8 % 25,2 % sarcome)

Sarcome au site 0,02 % 3 % d’injection

Mort 0,9 % 0,1 % 3 % 0,2 %

Atteinte 4,2 % 4,6 % neurologique

Maladie auto- 0,25 % 0,15 % immune

Suspicion de manque d’efficacité 2,1 % 0,7 %

b. Classification des réactions vaccinales

Afin d’engendrer une réponse immunitaire satisfaisante, le vaccin doit stimuler le système immunitaire de l’individu aussi bien au niveau systémique qu’au niveau du point d’injection. Dans certains cas, l’organisme y répond de manière inappropriée, jusqu’à mettre en danger l’individu.

i. Les réactions systémiques • Les réactions systémiques normales

Il convient de distinguer les réactions systémiques normales, qui sont classiquement admises, des réactions systémiques sévères.

Les réactions systémiques normales sont un ensemble de symptômes, non spécifiques (fièvre, léthargie, anorexie, adénomégalie régionale), généralement bénins, présents pendant quelques jours après la vaccination. Ils reflètent l’activation du système immunitaire de l’hôte. Ces réactions peuvent, notamment, être engendrées par la multiplication d’agents vaccinaux vivants (2, 4). Une exception concerne l’utilisation de vaccins contenant des bactéries Gram – tuées. Elles présentent des endotoxines qui provoquent la libération massive de cytokines. Lorsque le vaccin en contient un taux trop important, il peut causer fièvre, choc, leucopénie et avortement chez les femelles (4).

• Hypersensibilité de type 1

Les hypersensibilités de type 1 sont des réactions vaccinales spectaculaires. Elles se manifestent, dans les trois heures suivant l’administration. Elles se caractérisent par un angioedème, de l’urticaire, des vomissements, des difficultés respiratoires et peuvent dans les cas les plus graves aboutir à un collapsus circulatoire nommé aussi choc anaphylactique. Bien qu’elles puissent être observées lors de la première injection vaccinale elles se produisent, principalement, lors des injections de rappel. Elles s’expliquent, dans certains cas, par la présence, chez les individus vaccinés, d’IgE dirigées contre les antigènes immunogènes ou d’autres antigènes, en particulier, des protéines présentes dans les cultures cellulaires, nécessaires à la croissance des virus. Les plus répandues sont des protéines sériques bovines. Malgré les processus de purification des fabricants, leur élimination complète est impossible. Dans ces cas d’allergie, les IgE se fixent sur leurs récepteurs

60 membranaires, à la surface des mastocytes de l’individu. Lors de l’exposition suivante, l’allergène entraîne leur dégranulation massive (4, 75, 76).

• Hypersensibilité de type 3

Ces réactions correspondent à la formation de complexes immuns circulants, antigène- anticorps spécifiques, qui se déposent autour des capillaires sanguins du point d’injection. Ces complexes peuvent entraîner une vasculite qui se caractérise par une dermatite ischémique et une plage d’alopécie locale. Elles ont, notamment, été observées lors d’utilisation de vaccins antirabiques. Un autre exemple est l’apparition d’uvéites antérieures, suite à l’administration d‘un vaccin contenant un adénovirus canin vivant de type 1 (4, 77).

• Maladies auto-immunes

Depuis quelques années, l’hypothèse du développement de maladies auto-immunes après vaccination, chez les carnivores domestiques, se répend. Bien que non démontrée, des cas décrits font penser à une relation entre une stimulation exagérée du système immunitaire et le développement de maladies auto-immunes (4). Il s’agit, surtout, de cas d’anémies hémolytiques, de thrombocytopénies à médiation immune et de polynévrites ou polyarthrites (75). De rares études ont montré une prévalence augmentée d’anémies hémolytiques à médiation immune chez des chiens récemment vaccinés. Les hypothèses avancées sont une perturbation du système immunitaire ou le mimétisme moléculaire entre des protéines vaccinales et des protéines de l’hôte (4, 76).

• Immunosuppression

Bien que ce sujet soit controversé, Strasser et al. ont démontré que la vaccination avait entraîné une baisse d’activité des effecteurs de l’immunité cellulaire chez des chiens. Selon certains auteurs, cette immunosuppression serait, dans des cas particuliers, suffisante pour permettre le développement d’agents pathogènes opportunistes chez l’individu auparavant asymptomatique (78). Elle est rencontrée lors de l’utilisation de vaccins à agents pathogènes vivants modifiés (2, 75).

• Contamination

Des réactions systémiques peuvent être la conséquence d’une contamination du vaccin par un virus, une bactérie, un champignon ou un prion. Elle peut avoir lieu au moment de la fabrication ou suite au non-respect des règles d’utilisation (79). Historiquement, un vaccin contre le louping ill a été contaminé par le prion responsable de la tremblante ovine. Plus récemment, un vaccin à virus vivant, commercialisé contre l’herpèsvirus bovin de type 1, a été contaminé par une souche non cytopathogène de BVD (80). La probabilité d’une contamination de la préparation vaccinale est limitée par les garanties qu’apporte le dossier d’AMM. Des procédures strictes, de préparations et d’autocontrôles, sont définies dans le respect des bonnes pratiques de fabrication. Chaque lot de vaccins fait l’objet de contrôles qualité finaux avant leur commercialisation. L’absence de contaminants bactériens est, notamment, vérifiée par des essais de stérilité du produit fini (81).

• Interférence avec le diagnostic

La vaccination peut, dans certains cas, interférer avec les tests de dépistage d’infections. En élevage bovin, la vaccination contre la paratuberculose peut positiver les tests de dépistage de la tuberculose. Il s’agit d’une limite importante à la vaccination contre la paratuberculose (80).

Lors de réactions vaccinales, en plus des effets décrits précédemment, les animaux de rente peuvent présenter une baisse de production, comme une baisse du gain moyen quotidien, une baisse de production laitière ou une baisse de la fertilité (80, 82).

iii. Réactions locales Les réactions locales, au niveau du site d’injection, font rarement l’objet de signalement chez les carnivores domestiques. Il est pourtant certain que de nombreuses réactions tissulaires inflammatoires ont lieu. Elles sont relativement fréquentes et d’importance majeure chez les animaux de rente, car elles peuvent causer des lésions, visibles lors de l’inspection de la carcasse, entraînant la saisie de la viande concernée (75, 83). Un vaccin inerte contre la paratuberculose, avec une préparation huileuse comme adjuvant, a provoqué de fortes réactions locales chez 45 % des animaux vaccinés (80).

Ces réactions locales regroupent des réactions inflammatoires septiques, liées à un défaut d’hygiène de l’utilisateur ou à une contamination de la solution injectée. Un gonflement local transitoire, reflet de l’inflammation locale, est couramment observé. Il est imputable, soit à la solution, soit aux conditions traumatiques de son inoculation. La contamination bactérienne du vaccin peut engendrer un abcès, un phlegmon voire, en cas de contamination par un Clostridium sp., un processus gangreneux (79, 80). Les adjuvants sont souvent responsables de ces réactions inflammatoires. C’est notamment le cas des émulsions lipidiques et des sels d’aluminium qui peuvent engendrer des granulomes, par leur effet dépôt. Il s’agit d’une hypersensibilité de type 4, qui se produit, généralement, plus de 12 heures après l’injection. Histologiquement, des LT CD4 activés synthétisent des cytokines inflammatoires qui attirent et activent des macrophages (31).

Bien que douloureuses, les réactions locales sont, généralement, de courte durée et bénignes. Le développement de fibrosarcomes aux sites d’injection fait néanmoins exception. Il s’agit d’une tumeur mésenchymateuse due à la prolifération de fibroblastes. Elle est, principalement, rencontrée chez le chat. Sa prévalence est estimée, selon les études, à 1 pour 10.000 vaccins. Cette tumeur, particulièrement agressive et infiltrante, se traite très mal par chirurgie ou par thérapie médicale. Le pronostic en est très sombre (77).

DEUXIEME PARTIE : LES AUTOVACCINS EN MEDECINE VETERINAIRE, REGLEMENTATION ET FABRICATION

I. Réglementation s’appliquant aux autovaccins en médecine vétérinaire

A. Définition et généralités

Les autovaccins sont définis légalement par l’article L.5141-2 alinéa 3 du code de la santé publique (CSP) en tant que : « médicament vétérinaire immunologique fabriqué en vue de provoquer une immunité active à partir d'organismes pathogènes provenant d'un animal ou d'animaux d'un même élevage, inactivés et utilisés pour le traitement de cet animal ou des animaux de cet élevage » (84).

Ainsi, la préparation d’un autovaccin comprend donc l’isolement préalable de l’agent pathogène et diffère de l’isothérapie qui repose sur l’administration par voie orale de matières virulentes diluées.

Leur utilisation est restreinte par définition, à la même espèce et au seul élevage où le prélèvement visant à sa fabrication a été réalisé. L’article R5141-141 reprend cette notion : « Un autovaccin à usage vétérinaire ne peut être administré qu'aux animaux élevés sur le lieu où a été prélevé l'agent pathogène. » Cette limite réglementaire ne prend pas en compte la notion de lien épidémiologique et l’organisation des différentes filières intégrées de production animale notamment les filières avicoles, cunicoles ou porcines. Par exemple, lorsqu’une affection contractée dans l’élevage de poulettes se déclare en phase de ponte, le recours à un autovaccin est pour l’instant impossible (85). En revanche, il est admis qu’un « élevage » peut être constitué de plusieurs bâtiments d’exploitation appartenant au même propriétaire (81). La vente d’animaux ayant reçu un autovaccin reste possible.

De plus, la composition des autovaccins est limitée par sa définition au seul usage d’organismes pathogènes inactivés. Comme précisé par l’arrêté du 6 mars 2008, relatif aux Bonnes Pratiques de Préparation des autovaccins à usage vétérinaire, les agents pathogènes utilisés ne sont « ni des agents exotiques ni des organismes génétiquement modifiés ». Théoriquement, les virus et les parasites, au même titre que les bactéries, pourraient faire l’objet d’un autovaccin. Néanmoins, la mise au point d’autovaccins en France ne concerne actuellement que des espèces bactériennes (86).

De par leurs particularités de fabrication et de diffusion, les autovaccins disposent d’une dérogation à l’obligation d’obtention d’une autorisation de mise sur le marché (AMM) par l’article L.5141-5 du CSP (84).

Enfin, lors de leur préparation, seuls sont autorisés les adjuvants inscrits au tableau 1 du règlement (UE) n°37/2010 de la Commission du 22 décembre 2009 sans aucune Limite Maximale de Résidus (LMR). Ainsi, lors de l’utilisation d’autovaccins, les temps d’attente pour le lait, les œufs et la viande sont nuls (87). B. Prescription

La prescription des autovaccins doit s’inscrire dans le cadre de la cascade définie par l’article L.5143-4 du CSP. Les autovaccins rentrent dans la catégorie définie par l’alinéa 4 en tant que préparations magistrales. Pour y avoir recours, aucune des autres possibilités définies ne doit être disponible. Ainsi, la réglementation interdit la préparation d’un autovaccin pour un couple espèce pathogène – espèce animale pour lequel un vaccin avec AMM est commercialisé (84).

Par indisponibilité, les textes de loi entendent un arrêt de commercialisation volontaire ou involontaire du médicament par l’exploitant de l’AMM. Un simple problème d’approvisionnement physique telle qu’une rupture de stock, chez le vétérinaire ou chez un distributeur, ne peut justifier le recours à un autovaccin en première intention.

La responsabilité du vétérinaire prescripteur est engagée, il doit conduire une analyse thérapeutique minutieuse avant d’écarter les autres préparations situées plus haut dans le cadre de la « cascade » Il n’existe, pour l’instant, pas d’infraction définie par le code pénal en cas de non-respect de cette obligation. Cependant, le conseil régional de l’ordre peut être saisi de l’action disciplinaire, contre un vétérinaire, par une autorité administrative ou par tout autre intéressé habilité, comme le prévoit l’article R.242-93 du code rural et de la pêche maritime. Enfin, l’administration d’un autovaccin doit être réalisée soit directement par le vétérinaire prescripteur, soit sous sa responsabilité et dans le respect de la prescription par le détenteur des animaux (CSP art L.5143-4) (84). C. Autorisation de fabrication

Le vétérinaire est autorisé à préparer des solutions extemporanées, mais ceci n’est pas valable pour la préparation des autovaccins. Elle est réservée à une personne, une entreprise ou un organisme employant une personne qualifiée ayant obtenu une autorisation de préparation délivrée par l’Agence nationale de sécurité sanitaire de l’alimentation, de l’environnement et du travail (Anses) (CSP art L.5141-12). Cette personne qualifiée (vétérinaire ou pharmacien uniquement) doit justifier « d'une formation ou d'une expérience professionnelle dans le domaine de l'immunologie ou de la fabrication de médicaments » (CSP art L.5141-129).

La demande d’autorisation est adressée au directeur de l’Anses. Il s’agit d’un dossier technique descriptif contenant notamment : « la liste des agents pathogènes par espèces de destination et les formes pharmaceutiques envisagées », les adjuvants utilisés ainsi que les procédures de fabrication, de suivi, de conservation et de contrôles détaillées (CSP art R.5141-130). L’autorisation délivrée dans un délai maximal de 120 jours après réception de la demande (CSP art R.5141-131), est valable pendant 5 ans. Elle est rendue publique par extrait diffusé sur le site internet de l’Anses. Cette autorisation peut être modifiée ou suspendue pour une durée maximale d’un an. Elle peut aussi être retirée par le directeur général de l’Anses en cas de risque pour la santé publique, de non-respect des conditions de production détaillées dans la demande d’autorisation ou encore de commercialisation d’un vaccin avec AMM pour l’un des couples espèce pathogène – espèce de destination (CSP art R.5141-136). Une fois l’autorisation obtenue, toute modification concernant les informations fournies dans la demande doit faire l’objet de l’approbation du directeur de l’Anses (CSP art R.5141-135). Lorsqu’elle arrive à échéance, une demande de renouvellement doit être adressée par l’établissement au directeur de l’Anses, elle doit notamment comporter « une analyse des données de pharmacovigilance élaborées » (84).

En 2019, seuls trois laboratoires sont autorisés à fabriquer des autovaccins en France : Ceva-Biovac, Filavie et Labocéa site de Ploufragran.

D. Encadrement légal des pratiques de préparation

L’arrêté du 6 mars 2008, relatif aux Bonnes Pratiques de Préparation des autovaccins à usage vétérinaire, définit les bonnes pratiques à adopter par le préparateur. Il met en place un cadre légal explicite qui régit l’organisation de l’établissement préparateur ainsi que l’ensemble des étapes de production. Ce dernier prend en considération les spécificités de cette production comme la petite taille des lots, la diversité des agents manipulés et le fonctionnement par campagnes dans le but de garantir leur qualité sans trop entraver leur disponibilité. Les points clés sont résumés ci-dessous (86).

Les autovaccins à usage vétérinaire occupent, en effet, une place particulière dans les possibilités thérapeutiques. Compte tenu des risques découlant de la manipulation d’agents infectieux, les étapes de prélèvement, d’identification, de culture et d’inactivation sont particulièrement surveillées. C’est la personne qualifiée au sein de l’établissement qui s’assure que la production réponde aux exigences du dossier technique joint à la demande d’autorisation. Plus particulièrement, cette personne vérifie que le produit fini n’expose ni les animaux de l’élevage d’origine, ni les consommateurs de denrées animales à un risque lié à des manquements en termes de sécurité.

La garantie d’une qualité satisfaisante est également assurée par la présence d’un personnel formé aux Bonnes Pratiques de Préparation, les responsabilités et les fonctions de chacun sont clairement établies. Toutes les mesures d’hygiène nécessaires à garantir aussi bien la qualité du produit fini que la sécurité du personnel doivent être mises en place. C’est, notamment, le cas pour protéger le personnel contre des agents potentiellement pathogènes pour l’homme ou pour éviter la dissémination de l’agent infectieux hors des locaux. L’environnement de production doit être maitrisé et les agents biologiques confinés. Dans cette optique, les locaux sont conçus et construits dans le but d’éviter toute contamination. Les étapes de production sont séparées dans le temps et dans l’espace pour s’affranchir de contaminations croisées. Ainsi, le laboratoire présente un fonctionnement dit « par campagne » (86).

De plus, les matières premières utilisées sont exclusivement achetées auprès de fournisseurs agréés.

Le transport des agents pathogènes doit se faire dans des conditions garantissant leur viabilité et écartant tout risque de contamination ou de pollution. Avant toute mise en culture, l’établissement préparateur doit caractériser la souche pathogène isolée selon des procédures définies.

Les étapes de stérilisation, points sensible de la production sont particulièrement surveillées. Le guide des Bonnes Pratiques de Préparation (BPP) donne la préférence à des méthodes de traitement par la chaleur sans exclure d’autres méthodes validées. Son efficacité est contrôlée par l’utilisation d’indicateurs biologiques. L’essai de stérilité appliqué au produit fini est le dernier point d’une série de contrôles permettant de garantir la stérilité de l’autovaccin (86).

L’ensemble des procédures est conçu dans le but d’assurer la traçabilité des matières premières, des produits intermédiaires et des produits finis. Concrètement, un système d’étiquetage au sein du laboratoire est mis en place et rigoureusement appliqué. En effet, chaque livraison ou chaque lot reçoit un numéro de référence particulier ou tout autre moyen d’identification. De plus, l’article R.5141-140 du CSP explicite clairement les informations concernant l’autovaccin et le vétérinaire prescripteur que le titulaire de l’autorisation doit consigner. Les règles d’étiquetage sont définies par l’article R.5141-139 du CSP et seront revues par la suite (84).

Afin de garantir l’efficacité des procédures mises en place, des contrôles et auto-inspections réguliers, comme définis dans la demande d’autorisation, sont menés à chaque étape de production. L’indépendance de ces contrôles est un élément clé pour permettre leur bon fonctionnement. Dans cette optique des échantillons représentatifs des matières premières et des produits sont conservés afin de permettre un contrôle ultérieur si nécessaire. Par exemple, un échantillon de l’autovaccin doit être conservé dans son emballage final, au moins un an après sa date de péremption. Toutes les données issues de ces contrôles doivent être enregistrées et conservées selon les mêmes conditions.

Une fois produits, les autovaccins sont maintenus en quarantaine jusqu’à la libération définitive du lot, sous l’autorité de la personne qualifiée.

Enfin, l’établissement a obligation de mettre en œuvre un système de traitement des réclamations et de rappel rapide. Ces procédures sont clairement définies et formalisées, elles sont exécutées par la personne qualifiée.

Par ailleurs, lorsqu’une non-conformité d’un produit fini est établie, d’autres lots d’autovaccins ayant fait l’objet d’opérations de préparation concomitantes peuvent être également concernés par la procédure de rappel (86). E. Exigences en matière de pharmacovigilance pour l’établissement producteur

L’établissement producteur d’autovaccins doit transmettre, annuellement ou immédiatement sur demande au directeur de l’Anses, un rapport reprenant les données de pharmacovigilance reçues, les volumes de vente, par filière et par espèce, ainsi que le nombre correspondant d’animaux traités. Ce rapport doit également regrouper : « toutes informations utiles à l'évaluation des risques et bénéfices liés à l'emploi des autovaccins à usage vétérinaire » (CSP R.5141-105-1). De plus, il doit déclarer à l’Anses « immédiatement après en avoir eu connaissance, tout effet indésirable grave présumé sur l'animal et tout effet indésirable présumé sur l'être humain susceptible d'être dû à un autovaccin à usage vétérinaire » (CSP art R.5141-105-1) sous peine de se voir infliger une contravention de cinquième classe (CSP art R.5442-1). F. Particularités de la réglementation concernant les autovaccins à destination des ruminants

1. Evolutions de la réglementation depuis 2001

Historiquement autorisés, l’arrêté du 18 décembre 2001 interdit la préparation, la mise sur le marché, la prescription, la délivrance et l’administration des autovaccins à destination des ruminants. Cette décision a été prise en raison du risque de contamination et de diffusion des encéphalopathies spongiformes subaigües transmissibles (ESST). Cette interdiction est reprise et étendue à l’importation et à l’exportation par l’arrêté du 2 décembre 2003. Enfin, après l’avis n°2013-SA-0231 de l’Anses rendu le 4 mai 2016 (88), relatif à l’évaluation du risque de transmission du prion, en cas d’autorisation de l’usage des autovaccins chez les ruminants, les arrêtés précédents sont abrogés. Les autovaccins à destination des ruminants sont réautorisés par l’arrêté du 14 novembre 2016 relatif à la préparation des autovaccins à usage vétérinaire destinés aux ruminants paru le 31 janvier 2017 (89).

2. Evaluation du risque de transmission du prion par les autovaccins à usage vétérinaire

a. Prévalence des ESST en France

Pour rappel, les ESST regroupent, principalement, les encéphalopathies spongiformes bovines sous forme classique et atypique, ainsi que les tremblantes classiques ou atypiques des petits ruminants.

La transmission iatrogène de prions à des ruminants a été certifiée au moins deux fois suite à des épisodes de vaccination avec des préparations obtenues par broyat d’organes. Ainsi, afin d’évaluer au mieux le risque que représentaient les autovaccins à destination des ruminants en matière de transmission de l’ESST, la situation épidémiologique actuelle a été évaluée. Pour les encéphalopathies spongiformes bovines (ESB), la prévalence nationale est estimée à 3.10-6 et 1.10-4 pour les tremblantes des petits ruminants (forme classique et forme atypique). Même si la situation épidémiologique est en nette amélioration, les experts concluent que les ESST persistent certainement sous forme sporadique. En effet, d’une part, les cas d’ESB atypique, de tremblante classique et atypique persistent et, d’autre part, les efforts de surveillance ont été relâchés ces dernières années. La capacité même des méthodes de surveillance à identifier les cas d’ESB atypique demeure inconnue (90, 91).

b. Scénarios de transmission

Afin d’estimer au mieux la possibilité de contamination du produit fini par un prion, les différentes séquences nécessaires à la contamination ont été identifiées et leurs probabilités évaluées. A chaque étape, les experts ont imaginé plusieurs possibilités et ont privilégié le scénario « du pire » dans le but d’estimer le plus haut risque de transmission du prion. Les séquences d’évènements clés sont présentées par la figure 2.

Figure 2 : Cascade d'évènements pouvant conduire à transmettre le prion via un autovaccin (88)

Ils ont tenu compte de la prévalence des ESST au niveau national, de la prévalence au sein des cheptels, des niveaux d’infectiosité des matrices prélevées ainsi que des facteurs intrinsèques et extrinsèques liés à l’animal et à la souche de prion. Enfin les procédés de préparation de l’autovaccin ont également été considérés (88). Ils sont arrivés à la conclusion que la probabilité d’infecter, au moins un bovin, dans un cheptel « autovacciné » est inférieure ou égale à 1,2.10-13. De même, la probabilité d’infecter au moins un petit ruminant, d’une des formes de tremblante, dans un cheptel, est inférieure à 4.10-12.

Cependant, cette évaluation est ponctuée d’incertitudes. En effet, la disponibilité des données scientifiques concernant le comportement du prion lors des étapes de préparation des autovaccins est limitée. De plus, la méthodologie employée et les scénarios envisagés peuvent, également, être sujets à controverse.

Enfin, les experts du groupe de travail estiment « que la probabilité de transmission du prion par les autovaccins varie de nulle à quasi nulle (0 à 1 sur l’échelle Afssa 2008) » (88).

La réalisation de tests de dépistage des ESST sur les individus prélevés pour l’isolement bactérien n’a pas été traitée par le travail de l’Anses. En effet, les tests disponibles ne sont pas tous disponibles ou applicables pour l’ensemble des matrices prélevables. De plus, vu leur seuils de détectabilité, un résultat négatif n’apporterait pas une garantie absolue. Enfin le surcoût engendré rend leur utilisation sur le terrain illusoire.

3. Particularités liées à la réautorisation des autovaccins à destination des ruminants

Cette réautorisation, chez les ruminants, s’accompagne de contraintes supplémentaires par rapport à celles en vigueur pour les autres espèces. Elles sont précisées par l’arrêté du 14 novembre 2016, relatif à la préparation des autovaccins à usage vétérinaire, destinés aux ruminants (92). a. Espèces pathogènes et espèces animales concernées

Le changement de réglementation concerne uniquement les bovins, ovins et caprins. La préparation d’autovaccins, à destination d’autres espèces de ruminants, demeure interdite.

De plus, l’administration de l’autovaccin doit être réalisée uniquement chez la même espèce de ruminant que celle de l’animal prélevé. Ainsi, dans un élevage comportant plusieurs espèces de ruminants, il ne sera pas autorisé de vacciner l’ensemble des individus. Y compris si une même souche de l’agent pathogène est responsable des symptômes chez ces deux espèces, en raison des risques de transmission interspécifique de prions, soulignés par l’avis de l’Anses. Le présent arrêté exclut tous les agents pathogènes autres les bactéries de la préparation d’autovaccins à destination de ruminants (89). b. Voies d’administration

Les seules voies d’administration autorisées sont les voies orale, sous-cutanée ou intra musculaire. c. Matrices de prélèvements

i. Matrices autorisées dans le cas général Les matrices sur lesquelles les prélèvements sont réalisés en vue de l’isolement bactérien sont soumises à des restrictions particulières.

Chez les bovins, les matrices de prélèvements autorisées sont limitées au : - Système nerveux central des bovins de moins de douze mois - Lait - Sang - Urine et fèces - Poumon et liquide de lavage broncho-alvéolaire - Pus - Placenta - Liquide articulaire - Foie - Intestins - Rate - Nœuds lymphatiques - Ecouvillon lacrymal (89)

Chez les ovins et caprins, les matrices de prélèvements autorisées sont limitées au : - Système nerveux central des ovins ou caprins de moins de trois mois - Lait - Sang - Urine et fèces (89)

En effet, les experts ont estimé les niveaux de danger de chacun des tissus. Le système nerveux central, représentant le risque infectieux majeur (uniquement dans les derniers stades de la phase d’incubation) a donc été exclu chez les bovins de plus de douze mois et chez les petits ruminants de plus de trois mois. Certains tissus, comme les annexes fœtales ou les tissus lymphoïdes, font l’objet de restrictions particulières chez les petits ruminants, en raison du risque infectieux (dans le cadre de la tremblante classique) jugé trop important. Le risque infectieux des fluides biologiques et des fluides excrétés a été jugé très faible permettant ainsi leur utilisation chez les bovins, ovins et caprins (88).

ii. Matrices autorisées chez des animaux génétiquement résistants aux ESST Néanmoins, dans le cas d’ovins ou de caprins dont le génotypage indique une résistance aux encéphalopathies spongiformes subaiguës transmissibles, l’ensemble des matrices sont autorisées pour la réalisation des prélèvements, excepté le système nerveux central des animaux de plus de trois mois.

En effet, la sensibilité des petits ruminants aux ESST est fortement influencée par le polymorphisme du gène PRNP, qui code pour la protéine du prion. Chez les ovins, cette résistance repose, au sein du gène PRNP, sur une combinaison de trois codons présentant chacun deux ou trois formes (codon 136 : A ou V ; codon 154 : R ou H ; codon 171 : R, Q ou H). Les animaux présentant les allèles VRQ/ VRQ ; ARQ/VRQ ; ARQ/ARQ et VRQ/ARH sont plus sensibles aux EEST tandis que l’homozygotie ou l’hétérozygotie ARR confèrent une résistance indéniable à la tremblante classique et à l’ESB. Toutefois, des cas de tremblante classique, chez des individus homozygote ARR, ont été signalés et l’homozygotie ARR ne semble pas apporter de résistance contre la tremblante atypique (93, 94). Ainsi, chez les ovins, les experts ont considéré que les associations suivantes d’allèles du gène PNRP : ARR/ARR ; ARR/AHQ ; ARR/ARQ ; ARR/VRQ satisfaisaient à l’article 3 de l’arrêté de 14 novembre 2016 et permettaient de s’affranchir de la plupart des restrictions en matière de prélèvement (89).

Chez les caprins, bien que la bibliographie demeure pauvre à ce sujet, des études d’inoculation de souches de prion responsable de la tremblante classique, ont montré que l’allèle K222 du gène PNRP conférait à ses porteurs une protection forte, mais non absolue, contre la tremblante classique (95). Ainsi, dans l’espèce caprine, seul allèle K222 du gène PNRP a été retenu comme conférant une résistance significative aux ESST. d. Contraintes supplémentaires pour l’établissement producteur d’autovaccins

Premièrement, les établissements préparateurs doivent faire une demande de modification de leur autorisation auprès du directeur général de l’Anses pour y ajouter les couples espèce pathogène – espèce de ruminant pour lesquels ils désirent mettre au point un autovaccin.

L’arrêté du 14 novembre 2016 modifiant l’arrêté du 6 mars 2008, relatif aux Bonnes Pratiques de Préparation des autovaccins à usage vétérinaire, fixe des obligations supplémentaires pour les établissements préparateurs. En effet, pour les souches bactériennes, issues de prélèvements réalisés sur des ruminants, le laboratoire doit effectuer au moins 8 repiquages successifs avant surgélation ou avant toute étape nécessaire à la préparation de l’autovaccin. Ces repiquages sont prévus pour assurer une dilution suffisante d’éventuels prions présents. À chacun de ces passages, il a l’obligation de n’utiliser que du matériel à usage unique. Enfin, les matières premières biologiques utilisées (autre que la bactérie), provenant de ruminants, doivent être certifiées conformes à la réglementation européenne en matière de transmission des ESST (92). En pratique, les géloses au sang de bovins très utilisées dans la préparation de vaccins sont remplacées par une gélose au

69 sang de cheval (96). Dans les faits, ces opérations doivent être réalisées dans des locaux distincts de ceux dédiés à la production.

Par ailleurs, les règles d’étiquetage des autovaccins sont également modifiées. En plus des informations mentionnées par l’article R.5141-139 du CSP le « nom de l’exploitation concernée par l’emploi exclusif » de l’autovaccin doit être mentionné (89).

Enfin, le formulaire accompagnant le prélèvement doit être conservé pendant au moins 5 ans par l’établissement préparateur (89).

G. Exigences réglementaires s’appliquant au vétérinaire prescripteur d’autovaccins

Tout d’abord, le vétérinaire a l’obligation d’établir le diagnostic et de déterminer, précisément, l’agent pathogène responsable des signes cliniques.

Comme expliqué précédemment, la prescription du vétérinaire praticien doit respecter « la cascade ».

Ainsi, sa responsabilité administrative est engagée, il doit conduire une analyse thérapeutique minutieuse avant d’écarter les autres préparations situées plus haut dans le cadre de la « cascade ».

De plus, l’isolement de la souche bactérienne nécessaire à la fabrication de l’autovaccin ne peut se faire qu’à partir d’un prélèvement qu’il aura lui-même réalisé (CSP art R.5141-141). La définition du prélèvement, proposée par l’arrêté du 6 mars 2008 relatif aux Bonnes Pratiques de Préparation des autovaccins à usage vétérinaire, « Echantillon biologique obtenu par recueil ou acte de prélèvement sur un ou plusieurs animaux » exclut les prélèvements réalisés dans l’élevage à proprement dit. À titre d’exemple, les prélèvements par chiffonnettes réalisés en aviculture sortent du cadre réglementaire (81).

Pour les ruminants, avant la réalisation du prélèvement, le vétérinaire prescripteur doit s’assurer que l’animal n’a pas présenté, avant sa mort, ou ne présente pas de signes neurologiques imputables de façon certaine à une autre cause qu’une encéphalopathie spongiforme subaiguë transmissible (ESST). En pratique, le vétérinaire prescripteur n’a pas obligation de fournir une preuve l’attestant. Cependant, en cas de problèmes ultérieurs, il doit être en mesure de prouver le respect des instructions (96).

Enfin, le prélèvement doit être accompagné de l’original du document officiel Cerfa N°15696*01, disponible en annexe (cf. Annexe 1). Le vétérinaire prescripteur y indique notamment l’identification précise de l’élevage, de l’animal ainsi que son examen clinique. Il en garde une copie. Une seconde copie doit être conservée dans le registre d’élevage pendant 5 ans.

Le vétérinaire prescripteur doit établir une ordonnance en trois exemplaires lors de la prescription. Il doit y préciser entre autres :

- Le nom et l’adresse du vétérinaire prescripteur - Le nom et l’adresse du détenteur de l’animal ou de l’élevage - L’espèce animale cible - Le ou les agents pathogènes, nom d’espèce et références laboratoires - Le nombre de doses - La présentation (nombre de doses par flacon et nombre de flacons) - Le volume par dose - La voie d’administration - L’excipient - Le schéma vaccinal (87)

Un exemplaire est joint au document accompagnant le prélèvement. Un second est archivé et conservé 10 ans par le vétérinaire. Le dernier exemplaire est transmis à l’éleveur avec les vaccins. La possibilité de recours aux autovaccins doit, également, être mentionnée lors de la réalisation du Bilan Sanitaire d’Elevage (BSE) (87). Un exemple d’ordonnance est fourni en annexe (cf. Annexe 2).

Par ailleurs, en plus des obligations habituelles définies par l’article R.5141-103 du CSP, en matière de déclaration concernant la survenue d’effets indésirables suite à l’utilisation de tout médicament vétérinaire, le vétérinaire prescripteur d’autovaccins doit également les déclarer à l’établissement titulaire de l’autorisation de production (84).

H. Autres réglementations affectant le producteur d’autovaccins

L’établissement producteur ne peut délivrer les autovaccins qu’au vétérinaire prescripteur ou à ceux ayant déclaré, lors de leur inscription à l’ordre, le même domicile professionnel (CSP art R.5141-141). Enfin, « la publicité concernant les autovaccins à usage vétérinaire est interdite » les établissements producteurs peuvent toutefois diffuser des informations sur leurs activités à destination des vétérinaires (CSP art R.5141-86-2).

Le tableau IX résume les caractéristiques réglementaires et les propriétés des autovaccins en les comparant avec celles des vaccins disposant d’une AMM.

Tableau IX : Comparatif simplifié des caractéristiques réglementaires entre vaccins conventionnels et autovaccins (110)

Vaccins avec AMM Autovaccins

Agent pathogène concerné Bactéries ; virus ; Bactéries uniquement actuellement champignons ; parasite

Tous types de vaccins Nature du vaccin autorisés : inactivés, vivants, Inactivés uniquement recombinants, à ADN…

Tests réalisés à grande échelle Sécurité du vaccin Absence de tests en situation d’utilisation

Tests réalisés à grande échelle Obligation de moyen et non de Efficacité en situation d’utilisation résultats : absence de test

Etudes du préparateur Durée de protection attestant d’une durée de Absence d’évaluation protection

Pharmacovigilance Soumis à déclaration Soumis à déclaration

Délais de recherche et de commercialisation inhérents à Plusieurs mois à années Quelques mois la réglementation

Publicité Autorisée Interdite

I. Réglementation en vigueur dans les autres pays de l’Union Européenne

1. Etat des lieux des réglementations

Anciennement, la directive 2001/82/CE du Parlement européen et du Conseil du 6 novembre 2001, relative aux médicaments vétérinaires, excluait les autovaccins de son champ d’application. En effet, limité par sa définition, l’autovaccin répond à un besoin local. C’était donc les législations nationales, lorsqu’elles existaient, qui s’appliquaient.

Dans les faits, les règles régissant la préparation et l’utilisation des autovaccins sont très variables suivant le pays considéré. La synthèse des questionnaires portant sur la réglementation en vigueur et envoyés, par un groupe de travail aux autorités compétentes de l’ensemble des pays de l’UE, illustre cette réalité. A titre d’exemple, sur les 20 pays ayant participé à ce sondage, 6 d’entre eux ne présentent aucune réglementation quant à la fabrication d’autovaccins sur leur territoire. Une des explications proposées est l’absence de fabricant. Néanmoins, dans 19 de ces pays, l’utilisation d’autovaccins est, tout de même, réglementée (97).

Les points de divergences entre les législations en vigueur dans les différents pays sont multiples :

- La nature des agents pathogènes à partir desquels la préparation d’autovaccins est autorisée (tous autorisent la préparation à partir de bactéries, 8 à partir de virus et 1 à partir de parasites) - L’état d’activation de l’agent pathogène dans le produit fini (certains autorisent la préparation d’autovaccins contenant des agents pathogènes vivants) - Les conditions de prescription - La mise en place d’un système de pharmacovigilance - Les modalités d’autorisation, de préparation et de contrôle des préparateurs (97)

Enfin, seule la France avait interdit les autovaccins destinés aux ruminants à cause du risque de transmission des ESST. 2. Un changement de réglementation : vers une harmonisation

Compte tenu de l’usage étendu des autovaccins et des échanges transfrontaliers d’animaux « autovaccinés », il existait un réel besoin d’harmonisation des réglementations des différents pays membres de l’UE (98).

La publication du 20 mars 2017, du Groupe de coordination de la reconnaissance mutuelle et des procédures décentralisées vétérinaires (CMDv), fut un premier pas vers cette harmonisation. Les experts participant à ce groupe de travail reconnaissent l’utilité des autovaccins à usage vétérinaire et définissent des recommandations détaillées concernant leur préparation, leur utilisation et les contrôles nécessaires.

Depuis, certaines de ces propositions ont été reprises dans la législation européenne. Le règlement (UE) 2019/6, du Parlement européen et du Conseil relatif aux médicaments vétérinaires et abrogeant la directive 2001/82/CE, a inclus partiellement les autovaccins dans son champ d’application. Il définit un nouveau cadre réglementaire harmonisé entre les différents pays de l’UE et rentrera en application au 28 janvier 2022 (99).

Premièrement, les autovaccins sont définis comme des « médicaments vétérinaires immunologiques inactivés qui sont fabriqués à partir d’agents pathogènes ou d’antigènes issus d’un ou de plusieurs animaux appartenant à une unité épidémiologique et qui sont utilisés pour traiter le ou les dits animaux appartenant à la même unité épidémiologique ou pour traiter un ou plusieurs animaux appartenant à une unité présentant un lien épidémiologique confirmé ». Ainsi, l’inactivation obligatoire des autovaccins est précisée. Néanmoins, la définition proposée diffère de la législation française en incluant la possibilité d’utilisation de ces produits dans les élevages présentant un lien épidémiologique. Ce point est crucial pour les filières intégrées, notamment avicoles et porcines, qui présentent des centres multiplicateurs et des centres de production des denrées

72 animales. Ainsi, les dispositions des règlements européens s’imposant par rapport au droit national, la notion d’unité épidémiologique sera appliquée en France dès janvier 2022. Il sera dès lors possible de vacciner avec un autovaccin les animaux présents dans les élevages en amont de celui où l’agent pathogène a été isolé.

De plus, la qualité des autovaccins produits au sein de l’UE devra être harmonisée. Pour ce faire, les producteurs devront suivre un guide de bonnes pratiques de préparation, non disponible à ce jour. Le nouveau règlement stipule que leur utilisation est réservée à des circonstances exceptionnelles, uniquement si aucun autre médicament vétérinaire immunologique n’est autorisé pour l’espèce cible et pour l’indication précisée (art. 106 alinéa 5). Un certificat de bonnes pratiques de fabrication devra être délivré au laboratoire préparateur par les autorités compétentes à la suite d’une inspection si les exigences réglementaires sont satisfaites (art. 94).

Leur prescription nécessite la rédaction d’une ordonnance comportant les éléments habituels (art.105).

Les états membres ont l’obligation de s’assurer qu’un système de collecte et d’élimination des déchets médicaux vétérinaires est effectif (art. 117).

Les détenteurs d’animaux de rente devront consigner l’utilisation d’autovaccins au sein de leur registre d’élevage (art. 108).

La mise en place de contrôles au niveau national, par les autorités compétentes, et la possibilité d’interrompre les livraisons d’autovaccins et de procéder à leur rappel, sont précisés respectivement par les articles 123 et 134.

Enfin, les laboratoires producteurs d’autovaccins ne sont pas autorisés à diffuser des publicités à ce sujet (art. 120).

En conclusion, la réglementation actuelle s’attache à faire bénéficier le prescripteur d’un arsenal vaccinal de qualité aussi large que possible tout en donnant la priorité aux vaccins avec AMM, de telle sorte que les autovaccins ne constituent pas une sous-catégorie des vaccins avec AMM bénéficiant d’exigences réglementaires moindres (81).

J. Cas particuliers des autovaccins viraux

La préparation et l’utilisation d‘autovaccins viraux sont autorisées aux États-Unis ainsi que dans certains pays européens. Ils sont utilisés notamment en filière avicole contre les réovirus responsables de ténosynovites (100) ou encore en filière porcine contre le virus de l’influenza porcin (101).

Actuellement, il n’existe pas de préparateur français d’autovaccins en mesure de produire un autovaccin viral satisfaisant aux exigences des Bonnes Pratiques de Préparation. En effet, l’isolement et la multiplication des particules virales sont techniquement très complexes. La préparation d’autovaccins viraux nécessiterait l’emploi de matières premières biologiques dont l’absence de contamination virale devrait être démontrée. De plus, l’inactivation de virus est également complexe à démontrer. Ces difficultés ne rendent pas la production d’autovaccins viraux envisageable compte tenu de la réglementation actuelle (81).

En pratique, le virus prélevé dans l’élevage est identifié et comparé à des banques d’antigènes préalablement constituées par les fabricants. A partir de ces dernières, un vaccin viral inactivé pourra être mis au point. Il ne s’agit, désormais, pas d’un autovaccin comme le défini la réglementation, mais d’un vaccin viral inactivé proche de la souche de l’élevage.

Les demandes de production de vaccins viraux inactivés pour le traitement spécifique d’un élevage sont traitées et évaluées selon la procédure de l’Autorisation Temporaire d’Utilisation (ATU) afin de respecter la réglementation en vigueur (109).

II. Les autovaccins en médecine vétérinaire : Pourquoi et quand les utiliser ?

A. Pour répondre à la raréfaction du médicament vétérinaire

Depuis plusieurs années, on assiste d’une manière générale, à une raréfaction des médicaments vétérinaires disposant d’AMM. Les antibiotiques et les médicaments immunologiques sont particulièrement concernés. Ce phénomène crée, pour certaines espèces ou affections mineures des carences thérapeutiques qui laissent praticiens et éleveurs démunis. A titre d’exemple, l’Agence Nationale du Médicament Vétérinaire (ANMV) enregistrait 650 médicaments immunologiques en 1993 contre 382 en 2015. Un rapport de l’Agence française de sécurité sanitaire des aliments, en 2004, décrivait déjà cette situation (81, 88).

Pour expliquer cette évolution, plusieurs raisons peuvent être avancées. La principale cause est, probablement, l’étroitesse du marché des médicaments vétérinaires qui ne représente qu’environ 3 % du marché du médicament humain. De plus, on assiste à une concentration des acteurs dans le domaine de la pharmacie vétérinaire. En effet, depuis la mise en place de la législation sur le médicament vétérinaire, le nombre de fabricants a été divisé par trois et les trois plus importants cumulent, à eux seuls, plus de 50 % des ventes. Ces acteurs mènent leurs réflexions à l’échelle internationale ce qui les conduit à se focaliser sur les espèces et les maladies majeures afin de garantir le retour sur investissement. En raison de la diversité des espèces animales et de leurs maladies spécifiques, le Syndicat de l'Industrie du Médicament et réactifs Vétérinaire (SIMV) rapporte que 17 % des médicaments vétérinaires vendus en France atteignent un chiffre d’affaires inférieur à 40.000€. Cette situation conduit à l’abandon de certaines spécialités vétérinaires dont l’effectif concerné est jugé trop limité pour constituer un marché d’intérêt (85, 88, 102, 103).

Par ailleurs, l’augmentation progressive des exigences de la législation européenne a entraîné une réévaluation des dossiers d’enregistrement. Un certain nombre de produits, pour lesquels les laboratoires fabricants n’ont pu apporter les preuves suffisantes d’efficacité et d’innocuité ont été retirés du marché. Le surcoût découlant de la mise à niveau des autorisations a, également, limité le développement de nouveaux médicaments. Les fabricants se sont focalisés sur les espèces majeures et, ainsi, la perte des anciennes spécialités vétérinaires n’a pas été compensée (88, 102).

Enfin, les connaissances scientifiques de plus en plus pointues sur les LMR ont conduit à l’augmentation des délais d’attente de certains médicaments, les rendant incompatibles avec l’utilisation chez les animaux de rente (88).

Ainsi, la concentration des acteurs, la complexité des dossiers d’enregistrement et le coût qui l’accompagne ont conduit les fabricants à se désintéresser des espèces et maladies mineures. La diminution constante du nombre de vaccins avec AMM aura des conséquences certaines en matière de santé publique vétérinaire. Le recours aux autovaccins pourrait être une solution pour pallier les carences existantes lorsque le besoin en vaccins est exprimé par les filières concernées (85, 88).

B. Une solution pour lutter contre l’émergence de résistances aux antibiotiques

Le sujet majeur que représente l’émergence de résistances aux antibiotiques a incité les acteurs de la santé publique à promouvoir le recours aux médicaments immunologiques en médecine vétérinaire. A travers la mesure 15 du plan Ecoantibio 2012-2017, la reconnaissance du rôle que les autovaccins pourraient jouer reste partielle : « le recours aux autovaccins sera envisagé » (104).

En effet, même si l’utilisation d’autovaccins a été présentée comme une solution de remplacement à l’utilisation d’antibiotiques (à condition qu’ils confèrent une protection suffisante), il convient de rester prudent sur ce point. La réglementation les définit comme une solution exceptionnelle et ponctuelle. Il ne pourra pas, dès lors, s’agir d’un axe majeur de lutte contre l’émergence de résistance. Cependant, la paupérisation de l’arsenal immunologique pour des espèces mineures entraîne l’utilisation métaphylactique d’antibiotiques par les éleveurs. C’est, notamment, le cas chez les petits ruminants, dont de nombreuses affections bactériennes courantes comme les staphylococcies et les avortements causés par des salmonelles ne disposent plus de vaccins avec AMM. Dès lors, les antibiotiques à large spectre d’action sont utilisés massivement pour tenter de maîtriser ces affections. Cet emploi va à l’encontre des recommandations et objectifs actuels, mais reste, en l’absence de solutions de remplacement, une des seules solutions pour les éleveurs. Les autovaccins pourraient, dans de telles situations, jouer un rôle en matière de santé publique, en participant à la lutte contre l’émergence de résistances aux antibiotiques (81, 88, 104).

C. Dans quels cas utiliser un autovaccin ?

Comme nous l’avons vu précédemment, le recours aux autovaccins est autorisé pour un couple espèce pathogène – espèce animale cible inscrit sur l’annexe 1 de l’autorisation décernée au préparateur lorsqu’il n’existe pas de vaccin avec AMM.

1. En cas de maladie émergente

Cette carence thérapeutique peut être retrouvée lors de l’émergence d’une nouvelle maladie. En attendant la mise au point et la commercialisation d’un vaccin avec AMM, qui prendra plusieurs mois à plusieurs années, le recours à un autovaccin pourra être envisagé. Son objectif sera d’apporter une réponse précoce à la propagation de la maladie en limitant son incidence et en protégeant, au moins en partie, les individus vaccinés. Cette situation, particulièrement rare s’agissant de maladies bactériennes, a néanmoins été rencontrée à plusieurs reprises ces 15 dernières années. Le tableau X en rapporte quelques exemples (85).

Tableau X : Agents pathogènes émergents ayant justifié la préparation d'autovaccins (85)

Agent pathogène Espèce cible

Riemerella anapestifer Palmipèdes

Colibacilles Poules pondeuses et poulets de chair

Ornithobacterium rhinotracheale Dinde

Mycoplasma synoviae Poules pondeuses

Yernisia ruckeri Truite arc-en-ciel

Streptococcus suis Porc

2. Lors de l’absence d’un vaccin avec AMM pour une affection mineure ou une espèce animale de destination mineure ou en cas de sérotypes multiples, lorsqu’il n’existe pas de vaccins commercialisés avec le sérotype en question

Dans le cas général, la préparation d’un autovaccin est autorisée pour les couples espèce pathogène – espèce animale de destination pour lesquels il n’y pas de vaccin disposant d’une AMM disponible.

Néanmoins, la réglementation permet aux vétérinaires de disposer d’un autovaccin, dans certains cas particuliers, malgré la présence d’un vaccin avec AMM. Cette autorisation prend la forme d’une dérogation provisoire.

En effet, la difficulté de mettre au point un vaccin bactérien repose, notamment, sur l’extraordinaire diversité des sérotypes bactériens et sur leur mauvaise protection croisée. Certaines bactéries, comme les entérobactéries, les staphylocoques et les mycoplasmes, présentent une grande variabilité génétique résultant de nombreuses mutations, de l’acquisition de plasmides ainsi que de l’action de bactériophages et de transposons. La variabilité antigénique au sein d’une même espèce bactérienne se traduit par une grande variabilité phénotypique et donc, par une variabilité des antigènes de surface. Par exemple, les colibacilles comptent plus de 150 antigènes somatiques O, 56 antigènes flagellaires H et près de 80 antigènes capsulaires K. De la même manière, selon le schéma de White-Kauffmann-Le Minor, plus de 2600 sérotypes de salmonelles ont été décrits. Par ailleurs, l’hypervariabilité génétique est telle pour les mycoplasmes que la souche contenue dans l’autovaccin suite aux étapes de multiplication pourra différer véritablement de la souche prélevée (81, 85, 96).

Dans le cas général, les vaccins traditionnels, contenant un ou quelques sérotypes de ces bactéries, n’entraînent pas de protection croisée contre les autres sérotypes. La protection engendrée se limite aux différentes souches du même sérotype voire du même sérogroupe comme c’est le cas pour les salmonelles ainsi qu’aux souches exprimant les mêmes facteurs de virulence chez les colibacilles (105, 106).

L’efficacité du vaccin est donc conditionnée par le degré d’adéquation entre les antigènes des agents pathogènes présents dans l’exploitation et dans la préparation. Ainsi, lorsque les examens de laboratoires caractérisent un variant bactérien pour lequel il n’existe pas de vaccins avec AMM qui le contiennent, le recours à un autovaccin est envisageable (85, 88).

Lorsqu’il existe un vaccin avec AMM dirigé contre un autre variant de l’agent pathogène pour la même espèce animale, l’autorisation de préparation d’un autovaccin va nécessiter l’obtention d’une dérogation de la part de l’Anses. Le vétérinaire prescripteur doit, premièrement, contacter un établissement accrédité à préparer des autovaccins. C’est ce dernier qui adressera, au directeur de l’Anses, une demande de dérogation pour le couple espèce pathogène – espèce animale concernée. Cette demande devra être accompagnée des documents d’analyse attestant la caractérisation de l’espèce pathogène dans l’exploitation. La pertinence, scientifique et technique, de la demande est évaluée par l’unité immunologique de l’Anses. Cette évaluation est réalisée au cas par cas, car la seule caractérisation d’un variant bactérien ne justifie pas toujours l’utilisation d’un autovaccin. En effet, le typage sérologique des antigènes de surface couramment réalisé n’a d’intérêt que si ces derniers interviennent dans l’immunité protectrice ou lorsque leur présence est associée à, au moins, un autre composant immunoprotecteur. Par ailleurs, ces techniques de caractérisation ne sont pas disponibles pour l’ensemble des bactéries d’intérêt en médecine vétérinaire. De plus, la caractérisation des souches bactériennes incluses dans les vaccins avec AMM est rarement précise. Elle s’inscrit dans une des nomenclatures existantes et n’est pas remise à jour en fonction de l’évolution des classifications. Enfin, les indications fournies ne renseignent pas sur l’ensemble des antigènes contenus dans la préparation (81).

Néanmoins, lorsqu’elle est jugée recevable, les autorités sanitaires délivrent à l’établissement préparateur une autorisation temporaire de préparation. Elle est exceptionnelle, valable 18 mois et ne s’applique que pour l’élevage concerné. Au terme de la période d’autorisation, une demande de renouvellement peut être formulée par l’établissement préparateur. Elle doit être justifiée et faire le bilan des 18 derniers mois d’utilisation.

3. En cas d’inefficacité d’un vaccin avec AMM

Dans certaines situations, l’usage d’un vaccin avec AMM, en conformité avec les indications précisées dans sa RCP et contenant une souche vaccinale en adéquation avec la souche rencontrée sur le terrain, n’entraîne pas de protection efficace. Il est, cependant, souvent difficile pour le vétérinaire d’attribuer l’échec thérapeutique à un défaut d’efficacité du vaccin. C’est notamment le cas lorsque l’indication précisée dans sa RCP est sujette à interprétation avec l’emploi de termes comme « réduction de… ». La constatation de l’échec thérapeutique doit donc s’appuyer sur un diagnostic étiologique précis, dûment justifié par des bulletins d’analyses, et concorder avec les signes cliniques. Par ailleurs, l’ensemble des autres causes courantes d’échec vaccinal doivent avoir été évaluées et exclues. Lorsque toutes ces conditions sont réunies et, bien qu’il existe un vaccin avec AMM pour le couple espèce pathogène – espèce animale considérée, le recours à un autovaccin est possible en deuxième intention après obtention d’une dérogation (81, 85).

En effet, le vétérinaire prescripteur doit, premièrement, faire une déclaration d’inefficacité auprès du centre de pharmacovigilance de l’Anses concernant l’autovaccin avec AMM utilisé. Il doit, ensuite, suivre la procédure classique de demande de dérogation décrite précédemment. Cette demande devra être accompagnée des documents d’analyse attestant de l’action de l’agent pathogène malgré la vaccination ainsi que de la déclaration d’inefficacité ou de son numéro si le vétérinaire a procédé par télédéclaration (81, 85). A titre d’exemple, un autovaccin contre Staphylococcus aureus a été autorisé de manière dérogatoire pour des ovins en raison de l’inefficacité du vaccin avec AMM.

L’inefficacité du vaccin historique avec AMM peut s’expliquer par la dérive antigénique de l’espèce bactérienne. Il s’agit de l’évolution de la prévalence des différents sérotypes depuis la mise au point du vaccin. Cette situation est retrouvée avec les pasteurelloses aviaires. En effet, comme l’indique la figure 3, la prévalence des différents sérotypes reçus par le laboratoire partenaire a fortement varié en dix ans. Ainsi, suivant les sérotypes présents dans les vaccins avec AMM, leur probabilité d’efficacité dans un élevage en sera affectée (81, 85).

Figure 3 : Evolution de la répartition des principaux sérotypes de Pasteurelles reçus par le laboratoire partenaire entre 1995 et 2015 (85)

Une nouvelle fois, la diversité génétique bactérienne et l’absence de protection croisée entre les différents sérotypes peuvent expliquer le manque d’efficacité de certains vaccins avec AMM. 4. En cas de vaccin avec AMM pour une autre espèce animale ou un autre stade de production que celui visé par la vaccination

Lorsqu’il existe un vaccin avec AMM contre un agent pathogène, mais dont l’espèce cible ou le stade de production diffère des informations indiquées par la RCP, la cascade de prescription s’applique. Ainsi, réglementairement, le vétérinaire prescripteur devrait privilégier le vaccin avec AMM plutôt que le recours à un autovaccin. Cependant, la législation a été réfléchie pour les médicaments chimiques, mais elle est peu pertinente en ce qui concerne les médicaments immunologiques. En effet, l’efficacité d’un vaccin dépend notamment de la souche sélectionnée, de sa concentration en antigènes, de l’adjuvant choisi et de la voie d’administration. Sa formulation est généralement adaptée à la spécificité du système immunitaire de l’espèce cible et n’est pas forcément adaptée à une autre espèce animale ou un autre stade de production. Dès lors, le vétérinaire praticien peut, comme expliqué précédemment, solliciter un préparateur d’autovaccins qui adressera une demande de dérogation auprès de l’Anses (81, 85, 96). Le tableau XI regroupe quelques situations rencontrées par les vétérinaires qui rentrent dans ce cas de figure.

Tableau XI : Exemples pour lesquels il n’existe pas de vaccin avec AMM pour le stade de production ou l’espèce concernée (85)

Espèce ou stade de Espèce ou stade de production pour lesquels un Agent pathogène production ne disposant pas vaccin avec AMM est de vaccins avec AMM disponible

Escherichia coli Bovins – Ovins Caprins

Actinobacillus pleuropneumoniae Porcelets Truies

Erysipelothrix rhusiopathiae Dindes Poules pondeuses

5. En cas d’impossibilité technique d’utiliser le vaccin avec AMM

De même, l’impossibilité technique d’administrer un vaccin disposant d’une AMM à l’espèce cible peut justifier le recours à un autovaccin. Par exemple, lorsque la voie d’administration ou la galénique n’est pas adaptée à la taille des animaux, comme l’injection de vaccins à des alevins ou à de jeunes poissons. De nouveau, une demande de dérogation est nécessaire à la préparation de l’autovaccin (107).

6. En cas de rupture de stock d’un vaccin avec AMM

Enfin, l’indisponibilité d’un vaccin avec AMM, commercialisé, peut également justifier une demande de dérogation afin de respecter le calendrier vaccinal. En effet, en plus de la diminution du nombre de spécialités immunologiques, les ruptures de stock de médicaments vétérinaires sont très fréquentes. Elles sont en augmentation depuis plusieurs années, elles ont été multipliées par 4,5 entre 2014 et 2016. De plus, les vaccins représentent la catégorie thérapeutique la plus concernée avec 40 % des ruptures. Généralement pour une affection et une espèce cible, il n’y a que 2 ou 3 vaccins disponibles sur le marché. Ainsi, lorsqu’un des vaccins est en rupture de stock, la demande se répercute, brutalement, sur les autres entraînant parfois des ruptures successives. Elles s’expliquent souvent par des problèmes de production, comme la contamination d’un environnement aseptique, le transfert des activités vers un nouveau site, la capacité de production dépassée ou l’orientation vers un autre vaccin en cas d’épizootie. Comme l’explicite la figure 4, les vaccins à destination des volailles sont les principaux touchés (108).

Figure 4 : Répartition des ruptures de vaccins sur la période 2014-2016 par espèce animale de destination (108)

Récemment, un autovaccin à base de Salmonella Dublin, à destination de bovins, a été autorisé de manière dérogatoire en réponse à la rupture de stock du vaccin avec AMM. Néanmoins, dans l’ensemble des situations donnant lieu à une dérogation de préparation d’autovaccins, l’importation d’un vaccin avec AMM, d’un autre état membre de l’UE, reste prioritaire (81, 109). 7. Répartition des demandes de dérogation par couple espèce pathogène – espèce animale adressées à l’Anses entre 2014 et mi-juillet 2019

Les filières porcines, avicoles et piscicoles représentent la grande majorité des dérogations délivrées par l’Anses entre 2014 et mi-juillet 2019. Le tableau XII établit le bilan des couples espèce pathogène – espèce animale cible ayant fait l'objet d'une demande de dérogation pour la fabrication d'autovaccins entre 2014 et mi-juillet 2019 à partir des données fournies par l’Anses (109).

Tableau XII : Agents pathogènes ayant fait l'objet d'une demande de dérogation pour la fabrication d'autovaccins entre 2014 et mi- juillet 2019 (109)

Nombre de demandes de Espèce animale ou Espèce pathogène dérogation et de renouvellement filière de production depuis 2014

Escherichia coli dont les sérotypes F4, F5, 61 F6 et F41

Trueperella pyogenes 3

Bordetella bronchiseptica 33 Porcs Pasteurella multocida 3

Haemophilus parasuis sérotypes 4 ou 5 11

Actinobacillus pleuropneumoniae biovar 1 1 serovar 7

Escherichia coli dont le sérotype O1K1 et 24 aérobactine négative

Erysipelothrix rhusiopathiae dont le 19 Volailles sérotype 2 Pasteurella multocida dont les sérotypes 12 H4N9 et H3-4N7

Galibacterium anatis 1

Yersinia ruckeri sérotype 1 76

Poissons Aeromonas salmonicida 6

Vibrio anguillarum sérotypes 1 et 2 7

Chevaux Streptococcus equi subsp. Equi 7

Pasteurella multocida 1 Ovins Manheimia haemolytica 4

Manheimia haemolytica 1

Caprins Staphylococcus aureus 1

Strepcoccus uberis 1

Escherichia coli dont le sérotype Fy O78K80 4

Pasteurella multocida 1

Bovins Salmonella Dublin 1

Moraxella bovoculli 1

Staphylococcus aureus 1

Lorsqu’une demande de dérogation parvient à l’Anses, sa recevabilité est d’abord évaluée par l’unité Etablissement (Département inspection et surveillance du marché). Lorsqu’elle concerne un défaut d’efficacité, elle est ensuite traitée par le département pharmacovigilance. Lorsqu’elle est justifiée par une rupture, c’est l’unité surveillance du marché qui est sollicitée. Néanmoins, dans tous les cas, la demande est soumise à évaluation auprès de l’unité d’évaluation des produits immunologiques.

Enfin, une fois que les unités compétentes ont statué sur la demande, la décision est préparée et notifiée par l’unité Etablissement. D. Etat des lieux actuels de l’utilisation des autovaccins à usage vétérinaire en France

1. Marché des autovaccins en France

Les rapports annuels fournis par les établissements préparateurs d’autovaccins à l’Anses permettent d’avoir accès au nombre de doses produites et à la répartition en fonction des espèces cibles. Le marché des autovaccins en France est en pleine expansion, il est passé d’une estimation de 55 millions de doses produites en 2010 à plus de 150 millions en 2018 (Figure 5). Il s’agit donc d’un outil devenu majeur dans certaines filières dans la lutte contre les maladies bactériennes (110). Néanmoins, le nombre précis de doses produites est impossible à calculer en raison de l’administration de l’autovaccin aux alevins par immersion. Il s’agit donc d’une estimation (109).

180

160

140

120

100

en France en millions (en doses) de 20

Nombrede doses d'autovaccinproduites 0 2010 2011 2012 2013 2014 2015 2016 2017 2018

Figure 5 : Estimation du nombre de doses d'autovaccins produites en France de 2010 à 2018

Les trois préparateurs agréés (Ceva-Biovac, Filavie et Labocéa) se partagent le marché français. Les parts de chaque laboratoire ainsi que la répartition par espèce de leurs activités ne m’ont pas été communiquées par les autorités sanitaires.

2. Répartition par espèces de destination

Les autovaccins concernent, majoritairement, les espèces et les affections mineures des animaux de rente pour lesquels le volume de la demande n’est pas suffisant pour la mise au point d’un vaccin avec AMM par les grands laboratoires. Les filières avicoles et piscicoles représentant plus de 98 % des doses produites en 2011 et 2018, sont les principales concernées. La part des autovaccins à destination de la filière avicole est passée de 69 % en 2011 à environ 41 % en 2018, malgré l’augmentation continue du nombre de doses, tandis que pour la filière piscicole, elle est passée d’environ 30 % à plus de 57 % (Figure 6). La filière porcine, les ruminants d’élevage et les chevaux représentent des volumes minimes traduisant des utilisations marginales. Les pourcentages donnés ci-dessous correspondent à des estimations et sont sujets à des variations en raison de l’impossibilité de quantifier précisément le nombre de doses produites (109).

Figure 6 : Estimation de la répartition des doses d'autovaccins produites en 2011 et en 2018 en fonction des espèces de destination 3. Couples espèce pathogène – espèce animale de destinations autorisées pour au moins l’un des préparateurs d’autovaccins en France en août 2019

L’ensemble des couples espèce pathogène – espèce animale cible, faisant l’objet d’autorisation de production d’autovaccins par au moins un des laboratoires, est ajoutée en annexe (cf. Annexe 3). Ayant été communiqué en août 2019, des modifications sont susceptibles d’avoir été apportées depuis cette date. Pour rappel, chacun des 3 établissements possède une liste de couples espèce pathogène – espèce animale de destination qui lui est propre. Ces listes varient en fonction des demandes qu’ils ont émises. La répartition des couples autorisés par laboratoire n’a pas été transmise par les autorités sanitaires (109).

III. Fabrication des autovaccins à usage vétérinaire

Les étapes de fabrication décrites ci-dessous ont été visualisées au sein des locaux d’un unique préparateur d’autovaccins. Des différences peuvent exister entre les processus de fabrication des différents laboratoires accrédités. Les informations, données ci-dessous, le sont à titre d’exemple. Néanmoins, les grands principes de fonctionnement de ces laboratoires sont dictés par les Bonnes Pratiques de Préparations et communes à tous. A. Conception des locaux

La construction de l’ensemble des locaux est réalisée afin de limiter au maximum les risques de contamination, du milieu extérieur ainsi que du produit, au sein de chaque étape. Différentes zones sont définies selon les normes de biosécurité exigées par la réglementation (Figure 7). La zone de constitution des autovaccins et de leur conditionnement est appelée « Zone Blanche », les mesures de protection du produit et du personnel y sont les plus exigeantes (111).

Figure 7 : Représentation schématique de l'organisation d'un laboratoire préparateur d'autovaccins

La zone de contrôle des différentes étapes ainsi que la zone où sont effectués les 8 repiquages réglementaires, lors de la préparation d’un autovaccin à destination des ruminants, sont séparées physiquement du reste des locaux de production.

Actuellement, les conditions de préparation des autovaccins diffèrent très largement de ce qu’elles pouvaient être il y a une dizaine d’années. De nombreux équipements permettent d’assurer la biosécurité et de limiter les contaminations. L’ensemble des zones de préparation sont sous atmosphère contrôlée. Les zones propres sont maintenues en surpression, le bon fonctionnement du système est assuré par un système d’alarmes et de manomètres. La manipulation des produits se fait sous hottes aspirantes, des autoclaves permettent la stérilisation du matériel employé (Figure 8). De plus, des sas de protection et de décontamination permettent

83 au personnel de se munir de l’équipement adapté avant de pénétrer dans les zones à accès réglementé. Les contenants sont lavés et rincés avec de l’eau pour préparations injectables.

Figure 8 : Autoclaves permettant de stériliser le matériel avant de rentrer dans une zone contrôlée (111)

Entre chaque campagne de préparation, les locaux où sont manipulés les produits sont entièrement désinfectés.

Enfin, pour chaque lot, de nombreux contrôles sont réalisés au cours de la préparation. Des boîtes de Pétri ouvertes et des géloses de contact permettent de garantir les bonnes conditions de fabrication. L’ensemble des produits et matériels utilisés sont également contrôlés avant utilisation (111). B. Réception de la souche, contrôles et caractérisation de la souche

Certains laboratoires peuvent prendre en charge les prélèvements envoyés directement par les vétérinaires prescripteurs. Néanmoins, en général, les matrices prélevées pour l’isolement bactérien sont préalablement adressées à un laboratoire indépendant qui réalise l’isolement du ou des agents pathogènes présents. Une fois identifiées par les techniques classiques de bactériologie, la ou les souches bactériennes sont adressées au laboratoire préparateur.

Classiquement, la bactérie est isolée sur gélose en boîte de Pétri ou en tube. Elle est transmise au préparateur par voie postale ou par transporteur privé. Les conditions d’acheminement sont fixées par la nature de la bactérie pour assurer sa survie. L’emballage doit correspondre aux normes décrites dans l’instruction P650 de l’Accord européen relatif au transport international des marchandises Dangereuses par Route (ADR) pour les échantillons à risques particuliers de catégorie B. Il s’agit d’un triple emballage et d’un étiquetage particulier, comme utilisé classiquement pour les prélèvements animaux. Elle est, préalablement, identifiée par le laboratoire qui a réalisé le prélèvement et est accompagnée des commémoratifs, de l’ordonnance et du formulaire Cerfa N°15696*01 lorsque l’espèce animale à partir de laquelle a été réalisé le prélèvement initial, est un ruminant.

Une fois réceptionné par le préparateur, un numéro est attribué au prélèvement pour garantir la traçabilité en interne. La bactérie est ensuite caractérisée, la concordance avec les informations fournies est vérifiée (Figure 9). L’identification de la bactérie s’arrête, généralement, au niveau de l’espèce. Le sérotype est également vérifié lorsque des méthodes bactériologiques de routine sont disponibles. Cela varie en fonction des sérotypes et des espèces bactériennes (111).

Figure 9 : Caractérisation des souches réceptionnées (111)

La pureté de l’isolat reçu est également vérifiée par étalement sur gélose. Ces différents contrôles permettent de déceler une éventuelle contamination ou inversion de gélose réalisée au niveau du laboratoire d’isolement. Si une non-conformité est mise en évidence, le prélèvement est retourné à l’envoyeur.

C. Repiquages réglementaires

Lorsque l’espèce de destination est un ruminant, la réglementation impose 8 repiquages avant la poursuite du processus de préparation. Le délai supplémentaire est de 3 à 4 semaines (92, 111).

D. Préparation de la semence primaire

Après les contrôles initiaux (et la phase de repiquage lorsqu’elle a lieu), une première unité de production est ensemencée. Il s’agit d’une boîte de Roux contenant un milieu de culture adapté à la nature de la bactérie. Les milieux de culture sont généralement produits par les préparateurs eux-mêmes. Pour les ruminants, la réglementation interdit l’utilisation de matériel biologique pouvant contenir du prion. Du sang de cheval est ainsi fréquemment utilisé. Le but de cette étape est de produire un lot de semence primaire, par multiplication bactérienne, afin de former le matériel organique nécessaire à la suite de la production. L’ensemble des bactéries produites est récupéré et subdivisé en petits contenants qui seront surgelés à -70°C minimum, en attendant la campagne de préparation de l’autovaccin. Le maintien des bactéries à ces températures permet de réduire leur métabolisme et donc, le nombre de mutations. Les bactéries couramment employées pour la préparation d’autovaccins survivent, généralement, à ces conditions de conservation.

L’ensemencement d’un premier milieu permet d’obtenir rapidement une grande quantité de bactéries sans réaliser de multiples repiquages. Ce procédé permet de limiter la sélection de bactéries qui diffèreraient génétiquement de la souche précédemment isolée. Au maximum 3 repiquages sont effectués (111). E. Multiplication de la bactérie

Lorsque la campagne de production de l’autovaccin est lancée, une ou plusieurs des sous-unités surgelées sont utilisées pour ensemencer les milieux de culture adaptés, placés dans les boîtes de Roux. Les milieux de culture solides permettent d’obtenir une solution finale plus concentrée en bactéries (de l’ordre de 1010 bactéries /mL) que celle permise par les milieux liquides (de l’ordre de 109 bactéries /mL).

Les milieux de culture sont placés en étuves (Figure 10) pour permettre la croissance bactérienne. Les conditions de température et d’humidité sont adaptées en fonction de la nature de la bactérie. La traçabilité au sein du laboratoire est assurée par l’identification de chaque unité de culture. La durée de culture est d’environ 24 heures pour la plupart des bactéries, les mycoplasmes nécessitant un délai légèrement supérieur. Anecdotiquement, les bactéries issues de prélèvements réalisés sur des poissons peuvent nécessiter jusqu’à 15 jours en étuves (111).

Enfin, pour des bactéries microaérophiles comme Staphylococcus aureus subsp. Anaerobius, ou Corynebacterium pseudotuberculosis, les conditions de cultures sont adaptées et les orifices permettant les flux d’air au sein de la boîte de Roux sont occlus (111).

Figure 10 : Mise en étuve des boîtes de Roux ensemencées (111)

F. Récolte des bactéries

Les bactéries sont récupérées par lavage avec du NaCl 0,9 % ou autre liquide de rinçage. A ce niveau de la production, de nouveaux contrôles de pureté et d’identifications bactériennes sont réalisés pour s’assurer de l’absence de toute contamination. La quantité de bactéries produite est estimée par densité optique. Les préparateurs se réfèrent à des tables qu’ils ont élaboré lors de leurs études préliminaires. La concentration en mycoplasmes fait exception, elle est déterminée par dilutions et étalements sur gélose (111).

G. Inactivation

Les bactéries récoltées sont, classiquement, inactivées par du formol. La quantité de formol à ajouter pour une inactivation optimale est calculée en fonction de la concentration de la solution en bactéries et de leur sensibilité intrinsèque au formol. Par exemple, les salmonelles y sont particulièrement résistantes.

Le contrôle de l’inactivation est réalisé par culture de la solution obtenue sur gélose, au bout de 24 ou 48 heures. Ce laps de temps est une sécurité supplémentaire permettant à une bactérie encore vivante de se multiplier suffisamment pour être présente en quantité supérieure aux seuils de détection des méthodes utilisées (111). H. Assemblage du produit fini

1. Préparation de l’adjuvant

Pour augmenter leur immunogénicité, un adjuvant est presque systématiquement incorporé dans l'autovaccin. Chaque préparateur d’autovaccins possède une liste d’adjuvants ou de substances entrant dans la composition d’adjuvants qui lui sont autorisés par l’Anses (109). Il s’agit soit de préparations commerciales que le préparateur incorpore directement à la solution de bactéries tuées, soit d’adjuvants mis au point au sein du laboratoire (Tableau XIII). Les émulsions sont notamment formées peu de temps avant l’incorporation au vaccin, par mélange de la phase aqueuse, de la phase huileuse et d’un agent tensioactif, grâce à un mélangeur pour émulsion (111).

Tableau XIII : Adjuvants et substances entrant dans la composition d'adjuvants autorisés pour entrer dans la composition d'autovaccins à usage vétérinaires au 23/08/2019 (37)

Nom de l’adjuvant ou de la substance entrant dans la Nature Commentaire composition de l’adjuvant

Alumine Oxyde d’aluminium Réponse immunitaire Alhydrogel Hydroxyde d’aluminium majoritairement humorale Hydroxyde d’alumine Hydroxyde d’alumine

Réponse immunitaire suivant Hydroxyapatite non Gel de phosphate de calcium la voie Th1 ainsi que réponse stœchiométrique humorale

Entre dans la composition Huile de paraffine Huile minérale d’émulsions

Entre dans la composition des Marcol 52 Huile minérale, paraffine et cycloparaffine émulsions E/H Montanide IMS – ISA 15 A – ISA 25 – ISA 35 – ISA 50 V –

763 A – 763 VG – ISA 71 R VG –

ISA 660 VG – ISA 28 R VG – ISA Diverses huiles minérales ou 201 VG – ISA 61 VG – IMS 2215 non minérales Entre dans la composition des émulsions E/H ou H/E

Monooléate de Polysorbate 80 polyoxyéthylène sorbitane

Ether oleyl/stearyl de Brij polyéthylène

Stéarate de polyoxyéthylène Myrj

Tensioactif non-ionique, entre Trioléate de sorbitan Span 85 Pharma dans la composition d’émulsions

Span Tween Polyoxyethylene-20- trioleate

Ictyolane 17 anhydrosorbitol octadecenoate ether

2. Constitution du vaccin

L’adjuvant est, ensuite, incorporé dans la solution de bactéries tuées. Les volumes d’adjuvant et de la (ou des) solution(s) de bactéries sont calculés en fonction du volume de produit fini à produire, de la concentration en bactéries avant inactivation et du titre souhaité en bactéries tuées du vaccin. Pour un autovaccin multivalent, la culture et l’inactivation des différentes bactéries sont menées séparément jusqu’à cette étape.

Une fois l’autovaccin constitué, il est conditionné manuellement en flacons, suivant les indications précisées dans l’ordonnance par le vétérinaire prescripteur. Un bouchon en caoutchouc ainsi qu’une capsule en aluminium sertie permettent de garantir l’étanchéité du contenant. La gamme de flacons proposée est suffisamment large pour s’adapter au mieux à la demande. Elle s’étend classiquement de 10 à 500 mL (Figure 11). Suivant le laboratoire préparateur en question la gamme proposée varie. Sa composition est, généralement, en verre de type I ou en polypropylène suivant la contenance choisie (111).

Figure 11 : Différents flacons disponibles (111)

Ces étapes sont réalisées dans une salle dite « blanche » qui satisfait aux normes fixées par la réglementation (Figure 12). Cela permet de limiter une éventuelle contamination de l’autovaccin.

Figure 12 : Conditionnement des vaccins en Zone Blanche (111) I. Etiquetage

L’étiquetage est ensuite réalisé. Les informations devant figurer sur l’étiquette sont définies par l’article R.5141-139 du CSP, à savoir :

- La mention « Autovaccin à usage vétérinaire » - La dénomination de l’agent pathogène - La composition qualitative en substances actives, en adjuvants et en excipient - Le volume total du flacon ainsi que le nombre de doses représentées - Le numéro de lot de préparation - Le nom du titulaire de l’autorisation et l’adresse du lieu de préparation - L’espèce animale de destination - Le nom (et l’adresse) du détenteur de l’animal où a été réalisé le prélèvement - La date de péremption - Les précautions de conservation (84)

La figure 13 est un exemple d’étiquette, fournie par le laboratoire partenaire, comprenant les informations réglementaires.

Figure 13 : Exemple d'étiquettes apposées sur les flacons d'autovaccins à usage vétérinaire (111)

J. Contrôles finaux et libération du lot

Le lot d’autovaccins est maintenu en quarantaine deux semaines jusqu’aux résultats des derniers contrôles de stérilité réalisés sur le produit fini. Il s’agit de la culture de la solution vaccinale sur deux milieux spécifiques permettant de mettre en évidence la présence de bactéries aérobies ou anaérobies vivantes. Le lot est ensuite libéré par la personne qualifiée de l’établissement préparateur. Les autovaccins sont finalement adressés au vétérinaire prescripteur sous couvert de froid par un transporteur privé (111).

Des échantillons de chaque lot sont conservés, réglementairement pendant un an après la date de péremption. Des échantillons de matières premières sont également conservés 2 ans lorsque leur stabilité le permet. Enfin, les documents d’accompagnement du prélèvement (ordonnance et Cerfa pour les ruminants) sont conservés 10 ans par le préparateur.

La figure 14 représente, schématiquement, les différentes étapes nécessaires à la préparation des autovaccins au sein du laboratoire.

Figure 14 : Schéma récapitulatif des différentes étapes de préparation d'un autovaccin (111)

TROISIEME PARTIE : LES AUTOVACCINS A USAGE VÉTÉRINAIRE, FOCUS SUR LEURS UTILISATIONS CHEZ LES RUMINANTS DEPUIS LEUR REAUTORISATION

I. Les autovaccins vétérinaires à destination des ruminants : État des lieux des besoins et des connaissances actuelles

L’arrêté 14 novembre 2016 relatif à la préparation des autovaccins à usage vétérinaire destinés aux ruminants paru le 31 janvier 2017 permet de nouveau aux vétérinaires praticiens d’utiliser cet outil thérapeutique en cas d’absence d’alternative (89). A. Etat des lieux des carences de vaccins avec AMM à destination des ruminants

1. Vaccins bactériens à destination des ruminants disponibles en France

Afin d’estimer les carences en matière de vaccins bactériens à destination des ruminants, il a été nécessaire, de dresser la liste de ceux disposant d’une AMM en France (Tableau XIV). Ainsi, la préparation d’un autovaccin pour l’ensemble des germes présents dans ce tableau nécessitera la demande d’une dérogation auprès de l’Anses et ne pourra se faire que sous certaines conditions détaillées précédemment. L’arsenal immunologique à destination des ovins et caprins est relativement restreint avec respectivement 15 et 7 vaccins bactériens disponibles. Avec 24 préparations disponibles, les spécialités immunologiques à destination des bovins sont certes plus nombreuses, mais de multiples carences peuvent toutefois être relevées (11).

Tableau XIV : Vaccins antibactériens à destination des ruminants disposant d'une AMM en France au 01/08/19 (11)

case verte : préparation existante ; case grise : absence de préparation disponible ; case grise avec nom commercial : seules ces préparations sont disponibles

Spécialités Nature de la Espèce de destination Agent commerciales souche pathogène Maladie disponibles bactérienne Bovins Ovins Caprins

CEVAC® Chlamydia Vivante

OVILIS® Chlamydia atténuée Avortement à Chlamydophila Chlamydophila abortus abortus

CHLAMYVAX® FQ Inactivée

BOVILIS® BOVIGRIP;

BOVALTO RESPI 3® ; Inactivée BOVALTO RESPI 4®

Mannheimia HIPRABOVIS® Bronchopneumonies haemolytica SOMNI/LKT ; enzootiques Leucotoxine sérotype 1 BOVALTO inactivée PASTOBOV®

RISPOVAL® Leucotoxine Pasteurella inactivée -

antigène capsulaire

SALMOPAST® Antigène

Mannheimia haemolytica (souches : A1; OVILIS® PASTOVAX Inactivée A2; A6; A7 et A9)

Histophilus HIPRABOVIS® Inactivée somni SOMNI/LK

Pasteurella multocida SALMOPAST® Antigène (sérotypes A3 et D4)

COGLAVAX® ; Clostridium MILOXAN® ; Charbon symptomatique Anatoxine chauvoei BRAVOXIN® 10 ; COGLAVAX® COVEXIN® 10 et MILOXAN®

Escherichia coli (O:78 ; O:09 ; O:101 ; IMOCOLIBOV® Inactivée O:117 ; O:8 ; O:15)

E. coli exprimant ROTAVEC CORONA® Adhésine F5 Colibacilloses Escherichia coli SCOURGUARD® 3 Inactivée O101 :K99

E. coli exprimant BOVIGEN SCOUR® Inactivée F5

Escherichia coli (O:101; TRIVACTON®6 Inactivée O:117 et O:78)

BRAVOXIN®10 ; Clostridium COGLAMUNE® ; ® perfringens type COGLAVAX : Anatoxine COGLAVAX® ; ® A COVEXIN 10 ; COGLAMUNE® TASVAX®Huit Entérotoxémie

® BRAVOXIN 10 ; Clostridium COGLAVAX® : Anatoxine ® perfringens type COVEXIN®10 ; COGLAVAX ; ® B MILOXAN® MILOXAN

BRAVOXIN®10 ; Clostridium COGLAMUNE® ; perfringens type COGLAVAX® ; COGLAVAX® : Anatoxine C COGLAMUNE® COVEXIN®10 ;

TASVAX®Huit

BRAVOXIN®10 ; COGLAMUNE® ; COGLAVAX® ; Clostridium COGLAVAX® ; COGLAMUNE® perfringens type Anatoxine COVEXIN®10 ; ; D TASVAX®Huit ; MILOXAN® MILOXAN®

COXEVAC® Inactivée Fièvre Q Coxiella burnetii CHLAMYVAX®FQ Inactivée

MILOXAN® ; Clostridium Gangrène gazeuse BRAVOXIN®10 ; Anatoxine MILOXAN® sordellii COVEXIN®10

Clostridium BRAVOXIN®10 ; Anatoxine Hémoglobinurie bacillaire haemolyticum COVEXIN®10

COGLAVAX® ; MILOXAN® ; Hépatite Clostridium COGLAVAX® BRAVOXIN®10 ; Anatoxine nécrosante novyi MILOXAN® COVEXIN®10 ; TASVAX®Huit

Leptospira Leptospirose borgpetersenii SPIROVAC®LEPTO Inactivée serovar Hardjo

Mammites à Escherichia Escherichia STARVAC® Inactivée coli coli J5

Mammites à Staphylococcus STARVAC® Inactivée Staphylocoques aureus

Mammites à Staphylococcus VIMCO® Inactivée Staphylocoques aureus

Mammites à Streptococcus Antigène UBAC® Streptocoques uberis purifié

COGLAVAX® ; MILOXAN® ; Clostridium COGLAVAX® Œdème malin BRAVOXIN®10 ; Anatoxine septicum MILOXAN® COVEXIN®10 ; TASVAX®Huit

Mycobacterium Paratuberculose SILIRUM® Inactivée paratuberculosis

Dichelobacter Piétin FOOTVAX® Inactivée nodosus

Pasteurella Pasteurellose trehalosi OVILIS® PASTOVAX Inactivée septicémique due (souches : T3 ; à Pasteurella trehalosi T4 ; T10 et T15)

Erysipelothrix Rouget rhusiopathiae RUVAX® Inactivée sérotype 2

Salmonella SALMOPAST® Antigènes Dublin Salmonellose Salmonella SALMOPAST® Antigènes Typhimurium

COGLAVAX® ; MILOXAN® ; Clostridium BRAVOXIN®10 ; COGLAVAX® Tétanos Anatoxine tetani COVEXIN®10 ; MILOXAN® TASVAX®Huit ; TETAPUR®

2. Carences en spécialités immunologiques à destination des ruminants

La mesure 15 du plan EcoAntibio2012-2017 prévoyait de dresser l’état des lieux de la couverture vaccinale, d’en identifier les freins et les besoins à couvrir (104). Dans cette optique, le Réseau Français pour la Santé Animale (RFSA) a dressé la liste des lacunes thérapeutiques par espèce cible. Suivant les maladies, l’intérêt du recours aux autovaccins y est également présenté. Dès lors, en tenant compte des carences en termes de vaccins disponibles et des besoins exprimés par les acteurs de terrain, une liste des couples majeurs espèce pathogène – espèce animale pertinente pour la préparation d’autovaccins peut être dressée (Tableau XV) (88, 112).

Tableau XV : Couples espèce pathogène – espèce animale cible d'intérêt pour la préparation d'autovaccins à destination des ruminants (88, 96, 112)

Maladies Espèces bactériennes Espèces animales concernées

Colibacillose Escherichia coli Bovins, Ovins, Caprins

Mycoplasma agalactiae Ovins, Caprins Mammites à mycoplasmes Mycoplasma putrefaciens Caprins

Mycoplasma ovipneumoniae Ovins, Caprins

Mycoplasma mycoïdes mycoïdes Pneumonies à Mycoplasmes Caprins Mycoplasma capricolum

Mycoplasma bovis Bovins

Bronchopneumonies à Pasteurella sp. (sérotypes non Ovins, Caprins pasteurelles présents dans vaccins avec AMM)

Staphylococcies cutanées Staphylococcus aureus Ovins, caprins

Corynebacterium Ovins, Caprins pseudotuberculosis Maladies des abcès Staphylococcus aureus subsp. Ovins, Caprins anaerobius

Avortements à Salmonelles Salmonella abortus ovis Ovins

Salmonella (sauf sérovars Salmonelloses digestives Bovins Typhimurium et Dublin)

Kérato-conjonctivite infectieuse Moraxella bovis Bovins

D’après les autorités sanitaires, les colibacilloses néonatales, les affections à mycoplasmes, la maladie des abcès ainsi que les avortements causés par des salmonelles sont les principales affections d’intérêt pour la préparation d’autovaccins à destination des ruminants (88).

B. Le marché des autovaccins à destination des ruminants depuis leur réautorisation

1. Marché français des autovaccins depuis leur réautorisation

Actuellement, deux préparateurs d’autovaccins ont la capacité technique et de nouveau les autorisations réglementaires pour mettre au point des autovaccins vétérinaires à destination des ruminants. Il s’agit de Filavie et de Labocéa, site de Ploufragan.

Les données transmises par les deux préparateurs à l’Anses permettent d’estimer le nombre de doses produites. Au 31 décembre 2018, 15 dossiers représentant 3500 doses avaient été déposés pour la préparation d’autovaccins à destination de bovins. La demande semble plus importante pour l’instant chez les petits ruminants avec respectivement 19 dossiers pour des autovaccins à destination d’ovins et 13 à destination de caprins. Le total de doses produites par les deux laboratoires pour les ruminants depuis la réautorisation était d’environ 23500 à cette date (113).

Ainsi, la préparation d’autovaccins à destination de ruminants demeure encore anecdotique. Cela s’explique notamment par la longue période d’interdiction qui a forcé les praticiens à s’en détourner. De plus, l’information quant à leur réautorisation semble s’être pour l’instant peu diffusée auprès des vétérinaires praticiens. Les volumes de production sur 2 ans montrent une progression depuis leur réautorisation. Ils sont passés d’environ 6000 doses en 2017 à plus de 16000 doses pour l’année 2018. La demande peut être amenée à varier en fonction de la diffusion de l’information quant à leur réautorisation et de premiers retours d’expérience de la part des vétérinaires praticiens.

2. Comparaison avec un pays limitrophe : la Belgique

Depuis environ 40 ans, en Belgique un laboratoire de diagnostic produit également des autovaccins à destination des ruminants. Historiquement, les autovaccins y ont été développés pour apporter une solution aux vétérinaires et éleveurs face à des cas de salmonelloses abortives et septicémiques bovines dues à Salmonella Dublin. Depuis son essor, la production d’autovaccins est restée ininterrompue, la Belgique n’ayant pas modifié sa législation lors des épidémies d’ESST.

Les principaux agents pathogènes ciblés en production bovine sont les entérobactéries (Salmonella sp. et E. coli) et dans une moindre mesure, Trueperella pyogenes ainsi que certaines pasteurellaceae. En petits ruminants, on peut citer les Pasteurellaceae, les Staphylococcus, les Corynebacterium.

Bien que la production d’autovaccins demeure confidentielle, leur usage y est plus développé qu’en France. En effet, malgré des effectifs bovins environ 7,5 fois plus faibles qu’en France, le nombre d’autovaccins à destination des bovins produits annuellement en Belgique est plus élevé.

Enfin, la législation encadrant leur préparation et leur utilisation reste succincte. Le recueil, à l’échelle nationale, du nombre de doses produites ainsi que des couples espèce pathogène – espèce animale de destination n’est pas prévu par l’agence fédérale des médicaments et des produits de santé (114). 3. Liste des agents pathogènes autorisés pour les établissements préparateurs

Depuis la réautorisation, les deux préparateurs autorisés à produire des autovaccins à destination des ruminants ont transmis à l’Anses des demandes d’ajouts pour modifier leur liste d’agents pathogènes autorisés. En août 2019, les couples suivants (Tableau XVI) bénéficiaient d’une autorisation de préparation d’autovaccins pour au moins un des préparateurs. Les listes d’agents pathogènes autorisés de chacun des deux établissements n’ont pas été communiquées (109).

Tableau XVI : Agents pathogènes autorisés en août 2019 à destination des ruminants Arcanobacterium pyogenes Listeria monocytogenes

Pasteurella multocida sauf sérogroupes A3 et D4 Mannheimia haemolytica sauf sérotype 1 et biotype A-sérotype A1 BOVINS Mycoplasma bovis (Bos taurus) Moraxella spp.

Pasteurella multocida sauf sérogroupes A3 et D4

Pasteurella pneumotropica

Salmonella spp. sauf S. Dublin et S. Typhimurium

Staphylococcus aureus sauf Staphylococcus aureus pour mammites

Staphylococcus epidermidis

Streptococcus spp.

Arcanobacterium pyogenes Histophilus somni Listeria monocytogenes

Mannheimia haemolytica sauf sérotype 1 et biotypes A1, A2, A6, A7, A9 Moraxella spp. OVINS Pasteurella multocida sauf sérogroupes A3 et D4 (Ovis aries) Pasteurella pneumotropica

Pasteurella trehalosi sauf biotypes T3, T4, T10, T15

Mannheimia haemolytica sauf sérotype 1 et biotypes A1, A2, A6, A7, A9

Salmonella spp. sauf S. Dublin, S. Typhimurium et S. enterica subsp. enterica serovar Abortusovis

Staphylococcus spp.

Streptococcus spp.

Arcanobacterium pyogenes

Escherichia coli

Histophilus somni

Listeria monocytogenes

Mannheimia haemolytica sauf sérotype 1

Moraxella spp. CAPRINS Mycoplasma spp. (Capra hircus) Pasteurella multocida sauf sérogroupes A3 et D4

Pasteurella pneumotropica

Salmonella spp. sauf S. Dublin et S. Typhimurium

Staphylococcus spp.

Streptococcus spp.

C. Les autovaccins chez les ruminants, appréciation de leur efficacité dans la littérature

1. Données disponibles

L’utilisation des autovaccins vétérinaires en France remonte à plus de 50 ans. Avec la mise au point et l’essor de nouvelles spécialités vétérinaires, ils étaient quelque peu tombés en désuétude. Néanmoins, depuis les années 2000 les autovaccins ont connu un regain d’intérêt et le nombre de doses produites s’est largement accru. Cependant, jusqu’à la publication du décret du 20 avril 2005 relatif aux autovaccins à usage vétérinaire, leur préparation et leur utilisation étaient très peu encadrées par la législation. Encore à ce jour, le retour d’expériences des vétérinaires prescripteurs n’est pas organisé. Ainsi, les données disponibles portant sur leur utilisation et sur les résultats obtenus sont très faibles. Elles sont en majorité constituées de demandes d’autorisations adressées à l’Anses (81, 85).

L’efficacité des autovaccins est un paramètre difficile à évaluer. Le groupe de travail s’étant penché sur les autovaccins à usage vétérinaire dans le cadre de la saisine de l’Anses n° 2011–SA-0156 a mis en évidence de nombreuses raisons empêchant l’extrapolation des résultats obtenus par chacune des études à l’ensemble des autovaccins (81).

Premièrement, le nombre de publications scientifiques portant sur l’utilisation des autovaccins est limité. De plus, nombre d’entre elles apportent des informations sur leur potentiel effet protecteur qui se révèlent pertinentes uniquement dans une situation précise. Elles ne permettent pas de conclure quant à l’efficacité des autovaccins en général. Les préparateurs d’autovaccins mènent des études en interne portant sur l’efficacité ou l’innocuité de leurs préparations. Ces études sont réalisées sur des animaux de laboratoire ou en élevage. Cependant, la majorité des données récoltées demeurent confidentielles.

La rareté des publications portant sur l’usage des autovaccins est plus importante encore chez les ruminants. En effet, les filières avicoles, porcines et piscicoles sont les principales utilisatrices de ces spécialités thérapeutiques, par conséquent la bibliographie y est plus fournie.

100

2. Des essais d’autovaccins variés

a. Indication de l’autovaccin

Quelques publications concernant l’usage des autovaccins chez les bovins, caprins ou ovins sont disponibles. L’étude de leur protocole permet de mettre en évidence leur extrême hétérogénéité. L’indication même du vaccin est variable, certains auteurs utilisent l’autovaccin sur des sujets sains et analysent l’incidence de la maladie après une épreuve avec l’agent pathogène (115, 116) ou lorsque les individus évoluent dans un cheptel traditionnellement infecté (117, 118, 118, 119). Ces auteurs ont recours à l’autovaccin dans un but préventif. D’autres ont utilisé l'autovaccin sur un groupe d’animaux dont l’ensemble des individus (120–122) ou bien seulement une partie (123–125) étaient touchés par la maladie. Dans ces études, c’est à la fois l’action préventive et l’action thérapeutique de l’autovaccin qui est évaluée. Le tableau XVII résume les protocoles et résultats obtenus par ces différentes études.

b. Paramètres suivis au cours des études

La notion même d’efficacité reste à définir. Suivant les essais expérimentaux, de nombreux paramètres sont mesurés. Certains auteurs évaluent l’incidence ou la prévalence des signes cliniques liés à l’agent pathogène (115, 126, 127). D’autres suivent l’évolution du poids des animaux vaccinés (119, 128), les taux d’igG sériques (115, 129) ou dans le lait (130), la quantité d’IgA (116), le portage ou l’excrétion de bactéries (116, 124), la présence de lésions à l’abattoir (131), le comptage des cellules somatiques (126, 127) ou la présence de bactéries (120) dans le lait ou encore la fréquence du recours aux antibiotiques (118, 132). Chacun de ces paramètres est peut-être pertinent pour l’affection et le but des études en question, mais cette forte variabilité empêche de nouveau toute conclusion globale quant à l’efficacité des autovaccins.

c. Préparation des solutions vaccinales

La fabrication de la solution vaccinale est également sujette à variation. Néanmoins, l’ensemble des études répertoriées ci-dessous incorporent dans leur préparation des bactéries tuées. Bien que l’inactivation par l’action du formol semble prépondérante (133, 134), d’autres procédés comme l’inactivation thermique ont été utilisés (124). Différents adjuvants sont incorporés à la solution vaccinale pour augmenter le pouvoir immunogène des antigènes présents, certains auteurs utilisent des sels minéraux comme les sels d’aluminiums (126, 129), d’autres des adjuvants huileux (123, 135). Le choix de l’adjuvant n’est pas anodin, chacun d’entre eux présente un pouvoir immunogène propre qui aura une influence sur la réponse immunitaire obtenue. Enfin suivant les préparations, la charge antigénique diffère également.

d. Schéma vaccinal

De plus, pour une même affection, plusieurs schémas vaccinaux sont rencontrés. Une double injection sous- cutanée à 3 ou 4 semaines d’intervalle semble être le schéma le plus utilisé (117, 121, 129). Néanmoins, les voies péritonéales (133), per os (122), intranasales (124) et intra-musculaires (132) sont également utilisées dans les études disponibles.

e. Construction des études

Enfin, l’absence de groupe témoin (124, 125), ou la présence d’un groupe témoin au statut différent vis-à-vis de l’agent pathogène (122), le faible nombre d’animaux inclus dans certaines études, le statut vaccinal connu des animaux par l’expérimentateur ainsi que la subjectivité de certains systèmes de notation des symptômes peuvent entacher le caractère significatif des résultats obtenus.

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Tableau XVII : Tableau récapitulatif des essais d'utilisation d'autovaccins bactériens à destination de ruminants disponible dans la littérature

Affection Protocole de préparation — Espèce Individus animale — Protocole de l’étude Critères mesurés Résultats et conclusion des auteurs Auteurs vaccinés Espèce Inactiva- Adjuvant pathogène tion

- 60 % des vaches autovaccinées et 100 % des Mammites - 1 unique injection sous-cutanée vaches qui ont reçu autovaccin (ATV) + Vaches avec — Bovins — (SC) dans la région de drainage des - Suivi de la charge bactérienne du antibiotiques (ATB) n’excrètent plus S.aureus Formol NR mammite sub (120) S.aureus nœuds lymphatiques rétro lait produit (en CFU/mL) dans le lait 35 jours post-vaccination clinique mammaires - Pas de ré-infestation pendant 2 ans pour les vaches qui ont reçu ATV + ATB

- Absence d’augmentation du taux d’Ig après la 2nd injection => une seule injection pourrait faire Vaches dans un l’effet d’un rappel vaccinal, car les animaux sont - Mesure du taux d’Ig sériques Hydroxyde troupeau déjà entrés en contact avec l’agent pathogène - 2 injections SC à 3 semaines spécifiques Mammites d’alumi- présentant une - Taux d’Ig significativement plus élevé dans le d’intervalle (à 5 et 2 semaines - Prévalence des mammites cliniques — Bovins — Formol nium forte groupe vacciné à partir de 3 semaines suivant la (129) avant vêlage) - Suivi du comptage des cellules S.aureus prévalence de première injection - Groupe vacciné et groupe témoin somatiques (SCC) par mL de lait Phénol mammites à - Absence de différence en matière de produit S.aureus prévalence de mammites entre les 2 groupes - Absence de différence du comptage des SCC entre les 2 groupes

Vaches dans un troupeau présentant un Mammites Hydroxyde haut CCS et - 2 injections SC à 3 semaines - Suivi du SCC par mL de lait produit - Absence de différences significatives notables — Bovin — Formol d’alumi- S.aureus d’intervalle (la 1ère a lieu 8 - Suivi bactériologique du lait produit (127) entre les groupes S.aureus nium comme agent semaines avant vêlage) - Suivi de la production de lait pathogène - Groupe vacciné et groupe témoin - Incidence des mammites clinique mammaire majoritaire

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- 2 injections SC dans la région de

Hydroxyde drainage des nœuds lymphatiques - SCC inférieur chez les vaccinés, mais Mammites - Incidence des mammites cliniques d’alumi- Vaches en fin de rétro mammaires à 2 semaines statistiquement significatif uniquement pour un — Bovins — Formol - Suivi bactériologique du lait produit (126) nium gestation d’intervalle (5 et 2 semaines avant unique contrôle S. aureus - Suivi du SCC par mL de lait produit vêlage) - Absence de différences significatives pour le reste des indicateurs suivis Phénol - Groupe vacciné et groupe témoin

- Pourcentage de guérison des quartiers infectés - 2 injections SC dans la région de plus important dans le groupe vacciné - Suivi du SCC par mL de lait produit drainage des nœuds lymphatiques (27 %/5 %) et par quartier rétro mammaires à 4 semaines - Dans le groupe vacciné, SCC moyen des Mammites - Incidence des nouvelles infections Vaches d’intervalle quartiers infectés au début de l’étude — Bovins — Formol Huileux - Pourcentage de guérison (121) infectées - Injection de l’autovaccin classique significativement plus faible entre les semaines 7 S. aureus - Suivi du taux d’IgG spécifique et de l’anatoxine produite et 10 par rapport au début de l’étude des antigènes somatiques et de la séparément - Ensemble des taux d’IgG spécifiques mesurés toxine dans le sang et le lait - Groupe vacciné et groupe témoin significativement plus important dans le groupe vacciné

- SCC 23 % plus faible dans le groupe vacciné par rapport au groupe témoin - Prévalence des mammites subcliniques plus Mammites - 2 injections SC à 2 semaines - Suivi du SCC par mL de lait produit Vaches en faible de 16,9 % dans le groupe ATV par rapport — Bovins — NR NR d’intervalle - Incidence des mammites cliniques (136) lactation au groupe témoin S. aureus - Groupe vacciné et groupe témoin et subcliniques - Prévalence des mammites cliniques plus faible de 35,3 % dans le groupe ATV par rapport au groupe témoin

- Absence de variation significative du SCC entre - 2 injections SC : une 1ère 1 à 4 - Suivi du taux d’Ig spécifiques dans le Mammites les groupes Hydroxyde semaines lait — Bovins — Vaches en fin de - Prévalence des mammites cliniques et Formol d’alumi- avant le part puis une 2ème 2 mois - Suivi du SCC par mL de lait produit (137) S.aureus et gestation subcliniques plus faible dans le groupe vacciné nium après - Prévalence des mammites cliniques S. agalactiae - Taux d’Ig spécifiques plus important dans le lait - Groupe vacciné et groupe témoin et subcliniques produit par les individus du groupe vacciné

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Mammites Hydroxyde - Incidence des mammites cliniques — Ovins — Brebis en fin de - 1 injection intrapéritonéale Formol d’alumi- significativement moins importante dans le (133) M. gestation - Groupe vacciné et groupe témoin - Incidence des mammites cliniques nium groupe vacciné par rapport au groupe témoin haemolytica

Kérato- Vaccination de conjonctivite tout le troupeau - Injection intramusculaire unique - Comparaison du nombre d’animaux infectieuse - Diminution du nombre d’animaux traités par Formol Montanide (vaches saines et pulvérisation oculaire en spray traités aux antibiotiques avant et (132) — Bovins — antibiotiques (35 contre 236) et vaches concomitantes après vaccination Moraxella infectées) Bovis

Kérato- conjonctivite Veaux - 2 injections SC à 3 ou 4 semaines infectieuse - Suivi de l’incidence des lésions NR NR indemnes d’intervalle (128) — Bovins — - Suivi du poids au sevrage - Aucune différence entre les groupes - Groupe vacciné et groupe témoin Moraxella Boviculii

Kérato- conjonctivite - 2 injections SC à 3 ou 4 semaines infectieuse Veaux - Suivi de l’incidence des lésions NR NR d’intervalle - Aucune différence entre les groupes (119) — Bovins — indemnes - Suivi du poids au sevrage - Groupe vacciné et groupe témoin Moraxella Bovis

- 2 injections SC entre 2 et 4 Kérato- semaines d’intervalle pour un 1er conjonctivite groupe Veaux - Aucune différence entre les vaccinés et le infectieuse NR NR - 2 injections subconjonctivales - Suivi de l’incidence des lésions (117) indemnes groupe contrôle — Bovins — entre 2 et 4 semaines d’intervalle Moraxella pour un 2ème groupe Bovis - Groupe témoin

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- Taux d’Ig augmenté de 20 fois 1 mois post Dermatite vaccination, mais diminution après 6 mois Bovins dans un - 2 injections SC à 4 semaines - Suivi du taux d’Ig spécifiques interdigitée Huile - Incidence des lésions légèrement plus faible NR troupeau d’intervalle - Notation de la sévérité des lésions (123) — Bovins — minérale dans le groupe vacciné infecté - Groupe vacciné et groupe témoin - Incidence des lésions D. nodosus - Notation de la sévérité des lésions moins importante dans le groupe vacciné

- Prévalence des lésions significativement plus Piétin Brebis avec et - 2 injections SC à 4 semaines faible dans le groupe vacciné - Suivi du taux d’Ig spécifiques — Ovins — NR Montanide sans signes d’intervalle - Augmentation significative du taux d’Ig (135) - Suivi de la prévalence des lésions D. nodosus cliniques - Groupe vacciné et groupe témoin spécifiques dans le groupe vacciné par rapport à J0 et par rapport groupe au témoin

Piétin Vaccination de - 2 injections à 4 semaines Hydroxyde — Ovins — 2 lots de brebis d’intervalle - Diminution de la prévalence des lésions de 28 % (125) NR d’alumi- - Suivi de la prévalence des lésions D. nodosus 4 dont certaines - 2 groupes vaccinés, absence de à 8,9 % dans le groupe ayant reçu l’ATV nium ou 5 souches infectées groupe témoin

- Prévalence des lésions passée de 44 % à 2 % en Vaccination de 3 mois Piétin - 2 injections à 4 semaines brebis dans un - Suivi de la prévalence des lésions - Titre en Ig supérieur au seuil théorique de — Ovins — Formol Huileux d’intervalle (134) troupeau - Suivi du taux d’Ig spécifiques protection de 3 à 6 mois post vaccination D. nodosus - Absence de groupe témoin infecté - Absence de nouveau cas pendant au moins 1,5 an post vaccination

- 2 injections SC à 4 semaines -Suivi de la prévalence des signes Agalactie - Excrétion de bactéries dans le lait produit en d’intervalle cliniques contagieuse Brebis moyenne 30 % inférieure au groupe témoin Formol Quil A - Groupe vacciné, groupe témoin et - Suivi de la charge bactérienne du (115) — Ovins — séronégatives -Prévalence des signes cliniques plus faible dans challenge avec l’agent pathogène lait produit (en CFU/mL) M. agalactiae le groupe vacciné - Faible nombre d’individus -Suivi du taux d’Ig spécifique

- Prévalence des signes cliniques plus faible dans Agalactie - 2 injections SC à 4 semaines le groupe vacciné (20 % contre 80 % dans le contagieuse d’intervalle (la 1ère, 40 jours après -Suivi de la prévalence des signes Brebis groupe témoin) — Ovins — Formol Quil A le part) cliniques (138) séronégatives - Taux d’Ig spécifique plus important 30 jours M. - Groupe vacciné, groupe témoin et - Suivi du taux d’Ig spécifiques après la 2nd injection par rapport au groupe agalactiae challenge avec l’agent pathogène témoin

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- La fréquence de la présence de salmonelles Vaches dans des Salmonellose - 3 applications intranasales à 1 dans les échantillons de fèces est passée de 25 % troupeaux - Suivi de l’excrétion de salmonelles — Bovins — Chaleur NR semaine d’intervalle avant la vaccination à 1 % post vaccination (124) excrétant des dans les selles Salmonella sp. - Absence de groupe témoin - Près de 2/3 des troupeaux indemnes de salmonelles salmonelles 3 semaines après la vaccination

Vaches en fin de - Taux d’Ig sériques spécifiques plus élevé chez gestation dans les femelles vaccinées par rapport au groupe Salmonellose un troupeau - 3 injections SC à 2 semaines - Suivi du taux d’Ig spécifiques témoin — Bovins — présentant des d’intervalle (la 1ère à demi dose 6 sérique des mères et des veaux - Taux d’Ig spécifiques significativement plus Formol NR (130) S. cas de semaines avant la mise bas) - Mesure du taux d’Ig spécifiques élevé dans le colostrum issu de mères vaccinées Typhimurium salmonellose - Groupe vacciné et groupe témoin dans le colostrum (4 fois plus élevée) par rapport au groupe témoin digestive - Taux d’Ig sériques spécifiques des veaux issus clinique de mères vaccinées significativement plus élevé

- Mesure de la température rectale des mères 10 jours post-partum - Suivi de l’incidence des métrites Métrites post- Génisses dans cliniques partum un troupeau - Mesure de la quantité d’ATB utilisée — Bovins — dont les - 2 injections à 3 semaines pour traiter les métrites cliniques T. pyogenes, animaux d’intervalle (la 1ère à 230 jours de - Absence de différences significatives entre les 2 NR NR - Suivi des paramètres de (118) E. coli, présentent gestation) groupes performance de la reproduction S.uberis, fréquemment - Groupe vacciné et groupe témoin (nombre d’insémination, intervalle Bacteroides des métrites vêlage – Insémination artificielle sp. post-partum fécondante) - Suivi de la quantité et de la qualité du lait produit

Métrites post- - Guérison clinique de 7 vaches sur 9 en 6 - Suivi de la guérison clinique partum Vaches avec - Per os pendant 10 jours + 4 semaines Formol + - Suivi de la répartition des — Bovins — Aucun métrites post- injections SC à 5 jours d’intervalle - Modulation de la réparation des catégories de (122) chaleur différentes catégories de Lymphocyte A. pyogenes, partum - Absence de groupe témoin infecté LT entre J0 et J28 : diminution du nombre de LT T (LT) A. lwoffi CD4+ et augmentation du nombre de LT γδ

Bronchopneu- Saponine Agneaux à - 2 injections SC à 3 semaines - Étendue des lésions pulmonaires évaluée à monies - Étude des lésions pulmonaires à ou formol Saponine l’engraissement d’intervalle pour l’ATV pasteurelles 9,24 % dans le groupe vacciné contre 15,75 % (131) — Ovins — l’abattoir + chaleur - 1 injection SC pour l’ATV dans le groupe témoin P. multocida

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M. mycoplasme haemolytica - Groupe vacciné et groupe témoin M. ovipneumoni- æ M. arginini

Excrétion d’E. - Augmentation significative du taux d’IgG coli porteuse sériques spécifiques dans le groupe vacciné par rapport au groupe témoin d’un gène de - Suivi du taux d’IgG sériques - 3 injections IM à 2 semaines - Absence de différences significatives résistance aux Veau indemne spécifiques d’intervalle concernant la quantité d’IgA entre les 2 groupes antibiotiques de la souche - Suivi de la quantité d’IgA spécifique Formol Montanide - Groupe vacciné, groupe témoin et - Absence de différences significatives en (116) — Bovins — d’E.coli en au sein du tractus intestinal challenge avec administration de la matière de portage et d’excrétion de la souche question - Suivi du portage et de l’excrétion de E.coli avec un bactérie per os bactérienne en question entre les 2 groupes la souche d’E.coli en question gène de - Diminution du nombre total d’E. coli portées résistance aux dans les fèces chez les veaux vaccinés par antibiotiques rapport au groupe témoin

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f. Bilan

L’ensemble des points de variation mis en évidence ainsi que l’hétérogénéité des résultats obtenus pour une même affection empêchent toute conclusion portant sur l’efficacité des autovaccins aussi bien dans leur généralité que pour un agent infectieux précis. Tout au plus, des tendances peuvent être relevées. Par exemple, le recours à un autovaccin pour protéger les veaux contre la contraction d’une kérato-conjonctivite infectieuse ne semble pas donner lieu à des résultats encourageants (117, 119, 128, 132). À l’inverse, l’utilisation d’autovaccins contenant le ou les sérotypes de Dichelobacter nodosus sévissant dans un élevage semble engendrer des résultats encourageants (125, 134, 135). Les préparations vaccinales élaborées à partir de Staphylococcus aureus dans le but d’obtenir une action préventive ou thérapeutique par rapport aux mammites à staphylocoques donne lieu à des résultats contradictoires suivant les auteurs (118, 120, 121, 126, 129, 136). D’autres essais expérimentaux vis- à-vis de l’agalactie contagieuse ovine (115), du portage de salmonelles (124, 130) ou des métrites post- partum (118, 122) ont été réalisés.

La très grande diversité des autovaccins et leur caractère « sur mesure » compliquent leur évaluation. Les retours de terrain des vétérinaires praticiens qui tiendraient compte des réalités pratiques d’utilisation pourraient y participer. Néanmoins, l’Anses statue que la bibliographie disponible ainsi que les études réalisées par les établissements préparateurs d’autovaccins apportent la preuve de l’induction, dans certaines situations, d’une réponse immunitaire spécifique en réponse à l’injection de bactéries inactivées et d’un adjuvant. Elle souligne leur intérêt, en complément des vaccins avec AMM, pour maîtriser certaines infections bactériennes. Le volume croissant des doses produites est également un argument indirect en faveur de leur efficacité. Si l’autovaccin utilisé n’engendre pas des résultats apparemment satisfaisants, la probabilité que l’éleveur les utilise de nouveau est faible. En effet, étant majoritairement destinés aux animaux de rente, leur évaluation est rapidement effectuée par des indicateurs de production et des indicateurs économiques (81). 3. Échecs vaccinaux

Avant de conclure à l’inefficacité d’un vaccin avec AMM ou même d’un autovaccin, l’ensemble des paramètres influençant la réponse vaccinale doivent être pris en compte.

Comme évoqué précédemment, la caractérisation même d’un échec vaccinal est ambiguë. Néanmoins, il peut être défini comme l’incapacité de la préparation vaccinale à stimuler une réponse immunitaire protectrice. Il s’agit d’une situation délicate pour le vétérinaire prescripteur qui aura souvent dû présenter les intérêts de la vaccination et mettre en avant ses connaissances professionnelles pour convaincre l’éleveur de mettre en place un plan de vaccination dans son élevage (139).

Dans un premier temps, il convient de rappeler qu’aucun vaccin ne peut se prévaloir de protéger 100 % des individus vaccinés. En effet, la réponse immunitaire est un processus influencé par de nombreux facteurs génétiques et environnementaux. Ainsi, au sein d’une population, l’intensité de la réponse engendrée par la vaccination suit une loi normale. Dès lors, il existe une proportion des individus correctement vaccinés qui y répondront faiblement. Ils ne seront pas suffisamment immunisés contre l’agent pathogène en cas de contact ultérieur (4, 75).

Cependant, bien qu’il existe une variabilité intrinsèque entre les individus, de nombreux facteurs sont susceptibles d’interférer négativement avec le bon déroulé de la vaccination. Ainsi, outre les qualités ou défauts des autovaccins, les pratiques du vaccinateur et les caractéristiques des individus vaccinés peuvent être la cause d’un échec vaccinal (139).

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a. Causes d’échec liées au vaccin

i. Mauvaises conditions de stockage Les autovaccins doivent être stockés dans le strict respect des conditions indiquées par le fabricant sur la notice qui les accompagne. La plupart d’entre eux doivent être conservés à l’abri de la lumière entre 2°C et 8°C (140, 141). Le respect de la chaîne du froid est primordial, les vaccins doivent être conservés dans un réfrigérateur dont la température est contrôlée en permanence afin de pouvoir détecter rapidement toute irrégularité. Dans le cadre de la vaccination des animaux de rente et à la différence de la médecine humaine ou des animaux domestiques, l’éleveur est un acteur supplémentaire participant à la vaccination. Le vétérinaire prescripteur a donc un rôle prépondérant à jouer dans la transmission des informations à l’éleveur et sa sensibilisation aux bonnes pratiques de conservation et d’administration. Enfin, la durée de conservation maximale des autovaccins a été fixée à un an. Un défaut de conservation est parfois suffisant pour entraîner une baisse voire un défaut d’activité du vaccin, en particulier pour les vaccins vivants (139, 141, 142).

ii. Procédés de préparation inadaptée Certains échecs vaccinaux découlent de défauts de conception du vaccin. Son immunogénicité dépend notamment de sa concentration en antigènes, du choix de l’adjuvant et des processus d’inactivation. En effet, le formol couramment utilisé pour inactiver les bactéries vivantes dénature les protéines. Lorsque les épitopes d’intérêt pour la protection contre un agent pathogène sont concernés, la protection engendrée par le vaccin en est altérée (4). De plus, comme traité précédemment, chacun des adjuvants possède des propriétés qui lui sont propres. La réponse immunitaire qui découle de leur utilisation diffère par sa nature (plutôt à médiation humorale ou cellulaire) par la rapidité de sa mise en œuvre et par sa durée. La vitesse de dispersion de l’antigène qui dépend de l’adjuvant est une des raisons avancées pour expliquer les variations de délai lors de la mise en place de la réponse immunitaire (143).

iii. Choix de la souche vaccinale Lorsque la vaccination est utilisée dans un cadre où les animaux présentent des signes cliniques engendrés par un agent pathogène, le vétérinaire prescripteur doit s’assurer de la causalité entre l’agent pathogène suspecté et les troubles observés. Si les examens complémentaires nécessaires au diagnostic étiologique (isolement, identification) ne sont pas menés ou s’ils ne sont effectués que partiellement, les signes cliniques pourront être attribués au mauvais agent pathogène. La vaccination contre ce dernier n’entraînera pas les résultats escomptés (81).

De plus, un des intérêts du recours aux autovaccins est de pouvoir utiliser une souche bactérienne identique ou tout du moins la plus proche possible génétiquement de celle qui sévit dans l’élevage. Étant donné la grande diversité bactérienne et l’absence de protection croisée entre de nombreux sérotypes d’une même espèce, l’inadéquation entre la souche vaccinale et la bactérie responsable des symptômes est une cause fondamentale des échecs vaccinaux apparents (105, 115, 139). Le terme d’échec vaccinal apparent est ici indiqué, car l’intensité de la réponse immunitaire mise en place pourra être satisfaisante, mais elle ne sera pas orientée contre les bons antigènes.

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b. Causes liées au vaccinateur

i. Non-respect du schéma vaccinal Pour espérer une immunisation optimale, le vaccinateur doit respecter scrupuleusement le schéma vaccinal indiqué par le fabricant ou à défaut par le vétérinaire prescripteur. Celui-ci comporte notamment : - le nombre d’injections - l’intervalle de temps entre les injections - la voie d’administration - le volume de préparation à injecter La rigueur du vaccinateur donc, souvent, de l’éleveur est nécessaire au bon respect du protocole vaccinal. Le vétérinaire prescripteur a lui aussi son rôle à jouer pour sensibiliser l’éleveur de l’importance du suivi des recommandations de la notice (139).

Par ailleurs, malgré l’apparente bonne foi du vaccinateur, le matériel utilisé peut-être la cause d’un non-respect du schéma vaccinal et donner lieu à un échec vaccinal apparent. Le matériel utilisé doit être adéquat et fonctionnel. En effet, lors de l’utilisation de pistolet injecteur, un mauvais calibrage de l’appareil peut entraîner une diminution de la dose administrée. De plus, lors d’une vaccination par injection la bonne réalisation d’une injection sous-cutanée ou intramusculaire nécessite des aiguilles de format précis ainsi qu’un lieu d’injection adapté. La technique du vaccinateur doit également être suffisante pour délivrer la solution vaccinale dans les bons tissus. Enfin, l’usage de matériel stérile à usage unique est vivement recommandé par les laboratoires préparateurs. En effet, l’utilisation de produits chimiques pour stériliser le matériel peut affecter le vaccin. Enfin, après ouverture, la préparation vaccinale a une durée d’utilisation limitée (141, 142).

ii. Administrations concomitantes Il est reconnu que lorsque des vaccins sont administrés simultanément, ils peuvent dans certains cas interférer entre eux et entraîner une réduction de la réponse immunitaire contre les antigènes vaccinaux. En effet, Cortese et al. ont mis en évidence une réponse immunitaire diminuée contre la leucotoxine de M. haemolytica lors de l’administration simultanée d’un vaccin M. haemolytica et d’un vaccin IBR atténué par rapport à l’administration unique du vaccin bactérien (144). Il est donc indispensable de vérifier les indications données par le fabricant qui stipule la compatibilité entre certaines solutions vaccinales lorsqu’elle a été spécifiquement étudiée. Il est préférable d’espacer dans le temps les différentes vaccinations lorsque la compatibilité n’a pas été étudiée et que la conduite d’élevage le permet (145).

De plus, l’administration concomitante du vaccin avec d’autres spécialités comme les médicaments immunodépresseurs peut entraîner un échec vaccinal (139, 142). Enfin, le mélange de l’autovaccin à d’autres produits y compris un autre autovaccin est formellement déconseillé (140).

iii. Choix des animaux vaccinés L’échec vaccinal peut également s’expliquer par la non-vaccination de l’ensemble des animaux de la population à risque. Les individus sensibles non vaccinés permettraient ainsi la réplication, la circulation et la transmission de l’agent pathogène au sein de l’élevage. Pour éviter cette situation, il convient de vacciner l’ensemble des individus sensibles et de procéder au marquage des individus déjà vaccinés pour éviter les omissions au sein d’un groupe (139, 142).

c. Causes liées à l’animal

L’efficacité de la vaccination repose en partie sur la capacité du receveur à induire une réponse immunitaire efficace et durable (145).

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i. L’immunodépression Un échec vaccinal peut se produire lorsque l’animal présente un système immunitaire affaibli, il n’a pas la capacité de mettre en place une réponse immunitaire protectrice, il est dit immunodéprimé. Cette immunodépression peut avoir des origines multiples comme le mauvais état général des animaux causés par une infection intercurrente, un fort parasitisme, la malnutrition ou encore par certaines carences en oligo-éléments. L’infection par des agents pathogènes immunodépresseurs comme le virus de la BVD y participe également. La réalisation d’une vaccination chez ces individus est souvent inutile. Ils devraient donc être écartés de la vaccination et isolés du troupeau le temps de corriger les causes de l’immunodépression (4, 139).

Le stress peut également interférer avec la réponse immunitaire, probablement en raison de la sécrétion de cortisol par l’organisme lors d’un épisode de stress. La vaccination doit donc être effectuée dans le calme, à distance d’un transport majeur ou d’un allotement et en évitant les périodes de températures extrêmes. La contention doit être efficace et le personnel présent en nombre suffisant. La réalisation simultanée d’autres actes comme la castration, le parage ou encore l’écornage peut être péjorative pour l’action du système immunitaire (4, 47, 139).

Enfin, le statut physiologique de l’animal est parfois responsable de son immunodépression. Par exemple, chez les bovins, bien que les jeunes naissent immunocompétents, leur système immunitaire est considéré comme n’étant totalement mature que vers 6 mois. De plus, les changements hormonaux ayant lieu en fin de gestation et autour du part chez la vache sont suspectés d’entraîner une baisse de l’immunité (145).

ii. Prédispositions génétiques Dans certains cas, la non-réponse à la vaccination pourrait avoir un support génétique. En médecine humaine, des prédispositions génétiques à l’échec vaccinal pour des vaccins comme celui de la grippe ont été décrites (146). De même, en médecine vétérinaire certaines races de chien comme les bergers allemands ou les labradors sont connues pour présenter un taux d’échec vaccinal supérieur à ceux des autres races (4).

iii. Protection passive La présence d’anticorps préformés contre les antigènes vaccinaux interfère parfois avec le bon déroulé de la réponse immunitaire normalement mise en place en réponse à la vaccination. Ces derniers peuvent être le fruit d’une rencontre antérieure avec l’agent pathogène. Chez les jeunes individus, ils peuvent également provenir d’un transfert maternel comme cela a été traité précédemment (4, 145).

iv. Pression infectieuse trop importante Bien que les animaux immunocompétents aient été correctement vaccinés avec une préparation efficace, lorsque la pression infectieuse est trop importante, il arrive que leur système immunitaire n’arrive pas à empêcher l’infection. Cette situation d’échec vaccinal apparent est en réalité plus imputable aux conditions d’élevage qu’aux caractéristiques du vaccin. La densité de peuplement, l’hygiène générale ou encore les mouvements d’animaux sont autant de paramètres qui, mal maîtrisés, favorisent le développement de certains agents pathogènes. La prise en compte de la pression infectieuse est en effet indispensable pour permettre l’efficacité de la vaccination (139).

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v. Mauvaise immunisation passive du jeune Enfin, certains vaccins administrés aux mères en fin de gestation visent à protéger passivement le jeune grâce aux anticorps maternels. Chez les ruminants, du fait de leur placentation particulière ce transfert n’est réalisé qu’après la naissance grâce à l’ingestion du colostrum. L’ensemble des paramètres traités précédemment qui sont susceptibles de faire varier la richesse du colostrum, sa prise et son assimilation peuvent aboutir à un mauvais transfert de l’immunité maternelle et donc à un échec vaccinal apparent (4, 139).

D. Autovaccins et effets secondaires

1. Réactions vaccinales consécutives à l’utilisation d’un autovaccin chez des ruminants dans la littérature

À la différence des vaccins classiques, les autovaccins ne sont pas soumis à une obligation de résultat. Ainsi, l’efficacité et l’innocuité de la solution vaccinale ne sont pas assurées par le préparateur.

De nouveau, la rareté de la littérature et les différences entre autovaccins ne permettent pas d’appréhender précisément la survenue d’effets secondaires consécutifs à la vaccination. De plus, une grande partie des travaux disponibles n’apportent pas d’informations quant à l’innocuité du produit. Toutefois, de rares études témoignent de l’apparition de réactions vaccinales chez les ruminants. Par exemple, Ennen et al. ont observé une réaction locale inflammatoire sans gravité chez 13,5 % des individus 4 semaines après l’injection d’un autovaccin avec de l’hydroxyde d’aluminium comme adjuvant (125). De même, Hwang et al. rapportent la présence de gonflements non douloureux au niveau du point d’injection chez la majorité des sujets vaccinés avec une préparation huileuse (121).

Dans cette optique, deux études restreintes ont été menées en France sur des ovins et des caprins. Elles comparent les réactions vaccinales engendrées par un autovaccin avec un adjuvant aqueux ou huileux. La vaccination d’un troupeau de chèvres avec un autovaccin mycoplasme n’a entraîné que de très rares réactions vaccinales localisées au point d’injection sans différences significatives entre les deux adjuvants. À l’inverse, deux troupeaux d’ovins ont été vaccinés respectivement contre Salmonella abortusovis ou Salmonella diarizonae. Dans chacun de ces élevages, une partie des animaux a été vaccinée avec un vaccin contenant un adjuvant aqueux et une autre partie avec un vaccin contenant un adjuvant huileux. Des réactions locales ainsi que l’augmentation de la température rectale des animaux ont été observées dans les deux élevages. Ces réactions sont plus importantes dans les groupes vaccinés avec un adjuvant huileux. Toutefois, la différence n’est significative que pour un des deux élevages. Les auteurs concluent que l’adjuvant huileux utilisé ici entraîne probablement plus de réactions vaccinales que l’adjuvant aqueux. Enfin, la différence mise en évidence entre les deux élevages ovins pourrait signifier que le respect des conditions de vaccination préconisées par les préparateurs permettrait de minimiser les réactions vaccinales (113).

2. Essais réalisés avant emploi de l’autovaccin

Dans les études recensées précédemment, certains auteurs ont testé l’innocuité de leurs solutions vaccinales en les administrant à des animaux de laboratoire. Czernomysy-Furowicz et al. ont utilisé des souris de laboratoire (120) tandis que Magas et al. ont injecté leur autovaccin à 2 cochons d’Inde, 4 moutons et 5 vaches gestantes en plus des souris (137). Enfin, l’effet potentiel abortif ou tératogène de l’autovaccin a été investigué par Kabay et al. en l’injectant également à des souris (133). Les essais menés par Czernomysy-Furowicz et al. ainsi que ceux réalisés par Kabay et al. n’ont pas mis en évidence

112

de toxicité de ces deux autovaccins (120, 133). Les résultats obtenus par Magas et al. n’ont pas été précisés (137). Dans les faits, lors des études préliminaires réalisées par les préparateurs pour mettre au point leurs processus de fabrication, des essais sont menés sur les espèces cibles de la vaccination. De plus, certains essais sont également menés sur le terrain en conditions réelles d’utilisation en collaboration avec les vétérinaires praticiens et les éleveurs (113). 3. Réactions vaccinales déclarées après autovaccination

La réglementation en vigueur impose notamment au vétérinaire prescripteur de déclarer « tout effet indésirable grave présumé sur l'animal […] susceptible d'être dû à un autovaccin à usage vétérinaire » par le biais d’une déclaration de pharmacovigilance auprès de l’Anses (84). La restriction de l’obligation des déclarations d’effets secondaires aux seuls effets indésirables graves laisse présager une faible déclaration des réactions locales au point d’injection.

Depuis 2014, l’Anses ainsi que le Centre de pharmacovigilance vétérinaire de Lyon ont recensé 13 déclarations de pharmacovigilance traitant d’une réaction vaccinale consécutive à l’injection à un animal d’un autovaccin (Tableau XVIII). Elles concernent majoritairement les filières porcines (9 déclarations) et avicoles (3 déclarations). Actuellement, une unique déclaration a été effectuée concernant les ruminants. Pour 3 déclarations, le lien de causalité a été jugé probable, pour 5 autres possible, pour 2 autres encore non concluant. Enfin, pour les 3 dernières, la relation entre l’autovaccin et les signes cliniques observés a été jugée improbable (109).

Tableau XVIII : Déclarations de pharmacovigilance entre le 01/01/2014 et le 19/06/2019 traitant d’une réaction vaccinale chez l'espèce animale cible consécutive à l’utilisation d’un autovaccin

Espèce animale Morbidité Mortalité Symptômes Commentaires Classement cible

Léthargie – Retard de Dinde 10 % 0 % croissance – Abcès – B – Possible Baisse d’appétit

Injection Inefficacité – Mort concomitante 62,5 % 62,5 % N – Improbable inexpliquée d’un autre vaccin Canard Injection Inefficacité – Mort concomitante 10 % 10 % N – Improbable inexpliquée d’un autre vaccin

Érythème – Réaction type 6,5 % 0 % A – Probable anaphylaxie Porc Faiblesse – Hyperthermie 21 % 0 % A – Probable – Anorexie

113

Réaction locale au point 100 % 0 % A – Probable d’injection

Anorexie – Hyperthermie – 16.7 % 0 % B – Possible Avortements – Prématurés

Administration Vomissement – Dyspnée – concomitante 71 % 1,6 % Hyperthermie – Syncope – B – Possible d’autres Mort préparations

Dyspnée – Anorexie – 50 % 0,4 % B – Possible Mort

Vomissement – Léthargie 15 % 3,5 % B – Possible – Mort

75 % 15 % Inefficacité – Mort O – Non concluant

Administration Choc – Érythème concomitante 30 % 0 % généralisé – Réaction type N – Improbable d’autres anaphylaxie préparations

Bovin 6,5 % 0 % Méningite – Diarrhée O – Non concluant

4. Nature des effets secondaires liés à l’utilisation d’autovaccins

Les autovaccins en France sont uniquement des vaccins inactivés, dès lors, le risque de virulence résiduelle de l’agent pathogène est théoriquement écarté par les procédés d’inactivation et les contrôles du préparateur. Si l’on écarte également l’absence d’efficacité évoquée précédemment ainsi que les réactions vaccinales dues à un mauvais usage, les principales réactions vaccinales à redouter sont les réactions dues à l’adjuvant, le risque infectieux, le risque d’hypersensibilité et le risque lié aux endotoxines (81). Les précautions d’utilisation seront détaillées par la suite.

a. Risques liés à l’adjuvant

Ce risque n’est pas spécifique aux autovaccins, il est similaire à celui posé par l’utilisation d’adjuvants au sein des vaccins avec AMM. Il se caractérise généralement par des réactions locales d’intensités faibles à modérées. Ces réactions sont principalement transitoires, mais peuvent tout de même perdurer au moins une semaine (81, 113, 125). La nature des réactions est liée aux mécanismes d’action et à la composition des adjuvants. Dans la préparation d’autovaccins, actuellement ne sont autorisés que l’hydroxyde d’aluminium et les adjuvants huileux. Il s’agit d’adjuvants bien connus en médecine vétérinaire. En effet, en raison de leur usage de longue date dans les vaccins avec AMM et des déclarations de pharmacovigilance qui ont été effectuées, les autorités sanitaires ont acquis une certaine expérience quant à leur utilisation. Les données de la littérature ainsi que l’expérience des différents acteurs du secteur convergent vers un caractère réactogène supérieur des huiles minérales par rapport aux adjuvants aqueux. Au sein des adjuvants huileux, les émulsions « huile dans eau » sont mieux tolérées que les émulsions « eau dans huile ». Enfin, la relation antigène – adjuvant est également déterminante dans la probabilité d’apparition de réactions vaccinales. Au fur et à mesure du développement du marché des autovaccins, et des retours de terrain, les préparateurs

114 d’autovaccins enrichissent leur expertise et affinent leurs protocoles de préparation afin de minimiser les réactions vaccinales (81).

b. Risques infectieux

La contamination de l’autovaccin par un prion est limitée par les matrices autorisées pour le prélèvement ainsi que par des procédures de préparations spécialisées lorsque l’espèce animale de destination est un ruminant. La contamination bactérienne du produit fini est limitée par le respect des Bonnes Pratiques de Préparation, notamment par le recours à la culture pure ainsi que par les procédés de stérilisation des matières organiques et des contenants. Enfin, la contamination virale de l’autovaccin lorsque la matrice de prélèvement contient des particules virales est théoriquement possible. Néanmoins, sa probabilité est diminuée par les multiples dilutions et par les étapes de stérilisation. Enfin, l’utilisation de milieux synthétiques ne permet pas la réplication des virus (81).

c. Risques d’hypersensibilité au sens large

Comme pour tout autre vaccin, des réactions allergiques sont envisageables en cas de sensibilisation antérieure à un des composants du vaccin. Il peut s’agir des antigènes vaccinaux, des résidus de milieu de culture, des résidus d’agents d’inactivation ou encore de conservateurs éventuels. Ces réactions dépendent en grande partie de la nature de l’agent pathogène et seraient plus fréquentes lorsqu’il s’agit d’une bactérie Gram –. Par rapport à un vaccin avec AMM, le risque de réaction allergique est estimé comme possiblement supérieur pour les autovaccins en raison de l’absence d’étapes de purification et de la variété des antigènes bactériens présents. Enfin, les autovaccins étant utilisés dans un milieu où sévit déjà l’agent pathogène, ce risque est théoriquement présent dès la première injection (81).

d. Risque lié aux endotoxines

Lors de la préparation d‘autovaccins à partir de bactéries Gram –, des LPS peuvent se retrouver dans le produit fini. Suivant la dose contenue et d’éventuelles interactions avec d’autres composants du vaccin, ces composés, très réactogènes, sont susceptibles d’engendrer une réaction inflammatoire puissante caractérisée par de la fièvre, des hémorragies diffuses, des avortements. Le choc endotoxinique peut entraîner la mort de l’animal (81, 125).

Très peu de données sont disponibles sur la quantification des LPS en médecine vétérinaire. Néanmoins, Di paolo et al. ont mesuré la quantité de LPS contenue dans 8 autovaccins vétérinaires préparés en Italie (147). Les concentrations mesurées varient entre 1,51 Eu/mL et 5,54Eu/mL. Elles sont environ 50 fois inférieures au seuil maximal préconisé pour la fabrication de vaccins inactivés à usage humain. Cette mesure des LPS n’est pas réalisée en routine pour les autovaccins en raison des contraintes financières et de délai de production inhérent à leur préparation. Toutefois, la concentration de LPS a été évaluée lors d’études préliminaires réalisées par les préparateurs français d’autovaccins lors de la mise au point de leur processus de fabrication. Les résultats obtenus sont également en faveur d’une faible concentration d’endotoxines dans les produits finis (111).

115

II. Exploitation d’un questionnaire à destination des vétérinaires praticiens ayant eu recours aux autovaccins à destination des ruminants

A. Matériels et méthode

1. Contexte

Les autovaccins à usage vétérinaire ont été réautorisés selon certaines conditions par l’arrêté du 14 novembre 2016 relatif à la préparation des autovaccins à usage vétérinaire destinés aux ruminants publié au journal officiel du 31 janvier 2017. La diffusion de l’information auprès des vétérinaires praticiens a notamment été effectuée par les préparateurs et les organismes professionnels par le biais de 5 présentations aux journées nationales des Groupements Techniques vétérinaires (GTV) 2018 et relayée par une dernière aux journées nationales des GTV 2019. Néanmoins, la connaissance du changement de la réglementation semble s’être peu diffusée auprès des vétérinaires ruraux. L’interdiction pour les préparateurs d’en faire la publicité peut en partie l’expliquer.

La longue période d’interdiction s’appliquant aux autovaccins à destination des ruminants ainsi que la forte diminution du nombre de préparateurs ont entraîné une perte des connaissances quant à leur utilisation et l’efficacité pouvant en être attendue. De plus, le recueil des retours de terrain de la part des vétérinaires les ayant utilisés n’avait pas été organisé. Ainsi, peu d’informations qualitatives portant sur leurs usages sont actuellement disponibles. Cependant, le développement important des autovaccins dans d’autres filières ainsi que certaines études suggèrent leur utilité.

Dès lors, l’intérêt que suscite le changement de réglementation auprès des vétérinaires informés se heurte à la rareté de l’information ainsi qu’au manque de recul quant à leur utilisation. L’objectif de cette étude est d’apporter aux praticiens des éléments de réponses aux questions qu’ils peuvent être amenés à se poser, notamment sur l’utilisation qui en est faite, les résultats et difficultés rencontrées par les vétérinaires ayant eu recours aux autovaccins depuis leur réautorisation.

2. Elaboration du questionnaire

Le questionnaire a été conçu selon des objectifs multiples. Premièrement, définir l’épidémiologie des maladies et les thérapeutiques employées ayant mené à la préparation d’un autovaccin. Deuxièmement, avoir accès aux schémas vaccinaux mis en œuvre (composition de l’autovaccin, individus vaccinés, protocole d’injection et objectif). Enfin, recueillir une appréciation qualitative et si possible quantitative des résultats obtenus ainsi que des difficultés rencontrées. L’impact de l’autovaccin sur l’usage des antibiotiques au sein de l’élevage a fait l’objet d’une question.

Pour parvenir à ces objectifs, le questionnaire a été construit en 3 parties reprenant chacune un des objectifs présentés précédemment. Le nombre de questions a été volontairement limité au maximum afin d’augmenter les chances de réponses de la part des vétérinaires praticiens ainsi que pour faciliter sa réalisation par téléphone. Au total, la première partie traitant de l’épidémiologie de l’affection contient 12 questions, la seconde sur le schéma vaccinal 10 questions et la dernière sur l’évaluation des résultats obtenus et difficultés rencontrées 6 questions. Le questionnaire est fourni en annexe (cf. Annexe 4). Les questions ont été volontairement formulées de manière à obtenir des réponses précises, chiffrées et factuelles. Le nombre de questions permettant une réponse subjective a été

116 réduit autant que possible. Pour évaluer l’efficacité de l’autovaccin, la prévalence de la maladie après son utilisation a fait l’objet d’une question. Une évaluation subjective (notée sur 5) de différents paramètres portant sur les actions de l’autovaccin a été proposée aux répondants. Le questionnaire a été relu et validé par le laboratoire partenaire.

3. Population étudiée

L’ensemble des vétérinaires ayant prescrit des autovaccins à destination de ruminants préparés par le laboratoire partenaire entre le 28/06/2017 et le 11/04/2019 ont été contactés individuellement. Un dernier praticien ayant communiqué sur son utilisation personnelle d’autovaccins ruminants au cours des journées nationales des GTV 2019 a également été sollicité.

4. Choix du mode de diffusion

Le nombre de vétérinaires praticiens à contacter étant relativement restreint, le questionnaire leur a été communiqué par mail soit directement, soit après un échange téléphonique pour leur présenter la démarche et obtenir un accord de participation. Certains d’entre eux ont préféré communiquer directement leurs réponses par téléphone. Pour les autres, les retours se sont effectués par mails ou par voie postale. Enfin, 3 éleveurs ainsi qu’une responsable qualité d’une laiterie ont été contactés directement, après accord des vétérinaires prescripteurs, afin d’obtenir des compléments d’information.

5. Durée de l’enquête

L’enquête s’est déroulée de septembre 2018 à septembre 2019. La quasi-totalité des vétérinaires participants a été contactée à plusieurs reprises. La première sollicitation était généralement trop précoce pour obtenir une évaluation des résultats. Ainsi, le premier contact a permis d’appréhender l’épidémiologie de l’affection, la prise de contact suivante était davantage axée sur l’évaluation des résultats et les conclusions pouvant être tirées de l’utilisation de l’autovaccin.

B. Étude des réponses obtenues

1. Description générale

a. Description de l’échantillon

Parmi les vétérinaires ayant utilisé des autovaccins à destination de ruminants entre le 28/06/2017 et le 11/04/2019, 33 ont été contactés, 32 ont accepté oralement de participer à l’enquête. Enfin, 30 ont effectivement répondu à au moins une partie du questionnaire. Les retours correspondent à 39 exploitations sur les 45 exploitations ayant utilisé des autovaccins dont les coordonnées ont été fournies, ce qui équivaut à un taux de réponse supérieur à 85%. De plus, d’après les données récoltées auprès de l’Anses et des différents intervenants, sur la période 2017-2018, les retours à l’enquête correspondent à environ 75% des exploitations ayant commandé des autovaccins en France.

Les volumes de doses vaccinales produites sont présentés par le tableau XIX. Elles sont essentiellement destinées aux petits ruminants. Le nombre d’exploitations ayant utilisé des autovaccins est semblable entre les 3 espèces de ruminants. Les données plus précises n’ont pas été retranscrites dans ce manuscrit par soucis de confidentialité.

117

Tableau XIX : Répartition des volumes d'autovaccins produits et du nombre d'exploitations concernées en fonction de l'espèce animale de destination

Espèce animale de destination Nombre de doses Nombre d’exploitations d’autovaccins Bovin 5396 15 Ovin 15220 18 Caprin 20690 12

b. Description des exploitations

Les exploitations dans lesquelles un autovaccin a été utilisé sont d’une extrême diversité. Premièrement, elles se distinguent par le type de production. Les élevages bovins et ovins sont majoritairement allaitants ou engraisseurs (respectivement 9/14 et 10/14) tandis que les élevages caprins sont très majoritairement laitiers (10/11).

La taille des exploitations est également variable avec des troupeaux allant de moins de 50 femelles reproductrices à plus de 1000 individus. Ainsi, les caractéristiques et contraintes inhérentes à l’autovaccin ne semblent pas limiter leur usage en fonction du type de production ou de la taille du cheptel.

c. Description des valences vaccinales

En raison d’importantes différences du nombre de doses d’autovaccins produites par exploitation (variant de 100 à 8000), il a été jugé plus pertinent de présenter les résultats en fonction du nombre d’exploitations concernées. Les données présentées par la suite proviennent des élevages et autovaccins pour lesquels le questionnaire a été retourné.

Figure 15 : Répartition des espèces bactériennes concernées par la préparation d'autovaccins à destination de bovins en fonction du nombre d'exploitations les ayant utilisés

118

Chez les bovins (Figure 15), Escherichia coli ainsi que les salmonelles ont été les agents bactériens principalement utilisés pour la mise au point d’autovaccins. Le nombre total de valences vaccinales présentées par le graphique ci-dessus est supérieur au nombre d’exploitations ayant utilisé ces préparations. Ceci s’explique par la mise au point de vaccins multivalents avec plusieurs espèces bactériennes.

Mycoplasma spp.

Escherichia coli 1 1 Listeria 1 monocytogenes 6 Corynebacterium 1

Microcoque de 1 Morel 1 1 Mannheimia haemolytica

Figure 16 : Répartition des espèces bactériennes concernées par la préparation d'autovaccins à destination de caprins en fonction du nombre d'exploitations les ayant utilisés

Chez les caprins (Figure 16), ce sont, majoritairement, différentes espèces de mycoplasmes (M. putrefaciens, M. mycoides subsp. capri, M. capricolum subsp. capricolum et M. agalactiae) qui ont été à l’origine de la mise au point d’autovaccins.

119

Figure 17 : Répartition des espèces bactériennes concernées par préparation d'autovaccins à destination d’ovins en fonction du nombre d'exploitations les ayant utilisés

Enfin, chez les ovins (Figure 17), les salmonelles (S. abortusovis et S. diarizonae) ainsi que les germes pyogènes (Microcoque de Morel et Corynebacterium) ont été utilisés pour la préparation d‘autovaccins dans 15 des 18 élevages répertoriés.

Ainsi, il apparaît des différences majeures entre les germes d’intérêt à partir desquels ont été mis au point les autovaccins en fonction de l’espèce animale de destination. Ces différences s’expliquent par les affections dominantes ainsi que par les carences thérapeutiques spécifiques de chaque espèce.

d. Description des maladies ayant motivé la préparation d’autovaccins

Figure 18 : Nombre d’exploitations ayant mis en place l’autovaccination pour chacune des affections rencontrées chez les bovins

Chez les bovins (Figure 18), les autovaccins ont majoritairement été utilisés face à des affections néonatales (Diarrhées et Omphalites – Polyarthrites : 6/14) et du jeune (Pneumonies : 4/14).

120

Figure 19 : Nombre d’exploitations ayant mis en place l’autovaccination pour chacune des affections rencontrées chez les caprins

Chez les caprins (Figure 19), le syndrome « mammite arthrite encéphalite pneumonie » est la principale affection ayant conduit à la préparation d‘autovaccins. Cette appellation cache toutefois certaines disparités. En effet, suivant les élevages, l’ensemble des composantes de ce symptôme n’étaient pas présentes.

Figure 20 : Affections ayant mené à la préparation d'autovaccins chez les ovins

Chez les ovins (Figure 20), il s’agit principalement des avortements (7/15) et des maladies à abcès (5/15).

Les différences mises en évidence entre les espèces bactériennes d’intérêt en fonction de l’espèce animale cible s’illustrent également par des dominantes symptomatiques variées. Elles correspondent assez justement aux affections pour lesquelles les besoins en autovaccins avaient été exprimés précédemment.

121

e. Description des prélèvements réalisés

Suivant les maladies ciblées et les matrices autorisées, les vétérinaires ont réalisé des prélèvements de nature diverses. Le tableau XX présente les prélèvements qui ont été réalisés (il ne s’agit pas de recommandations) :

Tableau XX : Prélèvements réalisés en fonction des symptômes

Manifestation clinique Prélèvements effectués Abcès caséeux Pus / Lait Fœtus / Avorton Avortements Placenta Sang maternel Complexe Mammites – Arthrites – Pneumonies Poumon Diarrhées néonatales Fèces Kérato-conjonctivite Ecouvillon oculaire Mammites cliniques – Présence de cellules ou Lait de bactéries dans le lait Omphalite Pus Pneumonie Poumon Encéphale Septicémie avec symptômes neurologiques LCR Septicémie Poumon Symptômes neurologiques isolés Encéphale

f. Composition des autovaccins

La concentration des autovaccins en bactéries tuées ne figurait pas sur les ordonnances rédigées par les praticiens et n’a pas été communiquée par le laboratoire partenaire.

L’adjuvant utilisé dans les autovaccins était majoritairement un adjuvant aqueux (32/38). Dans 5 autovaccins, l’adjuvant utilisé a été défini comme huileux. Enfin, un vétérinaire a utilisé un premier autovaccin contenant un adjuvant aqueux pour la première injection puis un adjuvant huileux pour la seconde injection.

Parmi les 39 autovaccins utilisés, 30 sont monovalents, 8 sont bivalents et un dernier contient 3 valences différentes.

g. Schéma vaccinal

L’injection de 2 doses vaccinales administrées entre 3 et 6 semaines d’intervalle, a été le schéma vaccinal recommandé par la quasi-totalité des vétérinaires praticiens (38/39). Parmi eux, la majorité a préconisé une double injection vaccinale à 4 semaines d’intervalle (au moins 25 sur 39). Un unique élevage se distingue par la réalisation d’un protocole vaccinal en une unique injection. Cela s’explique par la courte durée de vie des individus vaccinés (5semaines).

122

Les injections ont été très majoritairement sous-cutanées (21/23). Pour au moins 2 élevages, les prescriptions font état d’injections intramusculaires. La voie sous-cutanée est recommandée par le laboratoire partenaire compte tenu de l’adjuvant actuellement utilisé. Les raisons du recours à la voie intra-musculaire n’ont pas été précisées.

2. Description de l’utilisation d’autovaccins pour chacune des affections rencontrées

a. Utilisations d’autovaccins lors de maladie caséeuse des petits ruminants

i. Contexte d’élevage Sept élevages ont eu recours à des autovaccins contre la maladie caséeuse des petits ruminants. Parmi eux, 5 étaient des élevages ovins et 2 des élevages caprins. La maladie provoquait des abcès caséeux externes dans l’ensemble des élevages. Au moins 5 d’entre eux rapportent également des baisses de production ainsi que des animaux atteints qui dépérissent chroniquement conduisant à de nombreuses réformes anticipées. Aucun élevage ne semble concerné par de la mortalité directement liée à cette affection.

Les individus affectés diffèrent selon les élevages, 2 vétérinaires précisent que les individus de moins d’un an sont les plus touchés. Pour 2 autres exploitations, les individus présentent des symptômes à partir de l’âge d’un an. Enfin pour 3 autres, toutes les classes d’âges sont concernées. La prévalence de la maladie au sein des classes d’âge concernées est variable. Elle est comprise entre 5 et 10 % pour 2 exploitations, respectivement 20 % et 40 % pour 2 autres. Enfin, elle est supérieure à 70 % pour 3 autres.

Les germes isolés et entrant dans la composition des autovaccins ont été Corynebacterium spp. dans 2 exploitations et Staphylococcus aureus subsp. anaerobius dans 4 exploitations. Enfin, un autovaccin multivalent contenant ces deux précédents germes a été mis au point pour un élevage à partir duquel les deux germes avaient été isolés.

Les matrices de prélèvements déclarées ont été du pus (4/7) et du lait (3/7).

Avant l’autovaccin, pour 3 exploitations, les mesures d’hygiène et de désinfection des bâtiments avaient été renforcées. Pour l’une d’entre elles, les mesures d’hygiène avaient été couplées à l’utilisation d’antibiotiques. Dans ces 3 cas, aucun résultat tangible n’avait été observé.

L’affection évolue depuis de nombreuses années dans la majorité des élevages. Elle est présente depuis plus de 5 voire 10 ans dans 4 des 7 élevages concernés.

Ainsi, les autovaccins ont été mis en place dans ces élevages en l’absence d’alternatives thérapeutiques pour tenter d’endiguer une maladie évoluant chroniquement depuis de nombreuses années.

ii. Vaccination L’adjuvant incorporé à l’autovaccin était un adjuvant aqueux dans l’ensemble des vaccins de cette catégorie.

Le choix des individus à vacciner diffère selon les élevages, la majorité n’a uniquement vacciné que les femelles de renouvellement (5/7). Parmi la classe d’âge vaccinée, certains ont vacciné l’ensemble des individus (4/7) tandis que les autres n’ont vacciné que les individus apparemment sains.

L’objectif de l’autovaccin était la prévention à moyen ou long terme de l’affection pour la totalité des vétérinaires prescripteurs. Deux d’entre eux ont déclaré avoir également des attentes à court terme.

123

Enfin, aucun praticien n’envisageait un éventuel effet curatif de l’autovaccin dans ce contexte.

iii. Évaluation des résultats obtenus Deux éleveurs ont abandonné la vaccination, avant même la première injection pour l’un d’entre eux. Les raisons évoquées étaient la baisse de la motivation et les coûts jugés trop importants à posteriori.

Pour 3 élevages, les résultats n’ont pas été précisés malgré plusieurs sollicitations. La principale raison évoquée est le manque de recul pour une affection évoluant chroniquement depuis plusieurs années au sein des élevages.

Pour les 2 derniers élevages, la prévalence de la maladie dans la classe d’âge vaccinée serait moins importante par rapport à ce qu’elle est habituellement. Elle serait passée d’environ 90 % à 40 % dans un premier élevage et d’environ 70 % à quelques pourcents dans un second. Néanmoins, dans le même temps, les vétérinaires rapportent également un renforcement des mesures d’hygiène et le retrait des matériels vulnérants pour les animaux.

L’efficacité globale de l’autovaccin est évaluée subjectivement à 3/5 et 5/5 pour ces deux élevages. L’action de l’autovaccin par rapport à la prévalence de la maladie est évaluée à 4 et 5/5. À l’inverse, l’effet de l’autovaccin permettant de réduire les signes cliniques lorsque la maladie est contractée est évalué à 1/5 dans les 2 exploitations.

b. Utilisations d’autovaccins lors d’avortements salmonelliques

i. Contexte d’élevage Sept élevages ont eu recours à des autovaccins pour tenter de prévenir les avortements salmonelliques. Six d’entre eux étaient des élevages ovins et le dernier un élevage bovin.

Les avortements touchaient soit uniquement femelles de renouvellement (3/7) soit l’ensemble des femelles reproductrices (4/7). Ils avaient lieu dès le 2ème mois de gestation pour au moins 1 exploitation, et uniquement dans le dernier tiers pour au moins 2 autres. De la mortalité associée des femelles est rapportée dans 2 élevages. Dans les élevages ovins, la prévalence des avortements variait de 15 à 60 % avec une moyenne à un peu plus de 33 %. Ces affections évoluaient depuis de nombreuses années (entre 2 et 15 ans) pour l’ensemble des élevages. Pour 3 d’entre eux, la présence de cette maladie remontait à plus de 10 ans. L’élevage bovin se distingue des précédents. Il s’agissait de la première année où l’affection se déclarait et l’autovaccin a été prescrit au bout de 2 cas cliniques.

Salmonella abortusovis et Salmonella diarizonae ont été isolés respectivement dans 5 et 1 élevage. Dans l’élevage bovin, c’est Salmonella Dublin qui a été isolée.

Les matrices de prélèvements déclarées ont été du placenta pour 3 élevages, un avorton pour 4 d’entre eux et du sang maternels pour 2 autres. Certains vétérinaires prescripteurs ont adressé au laboratoire d’identification plusieurs matrices simultanément.

Cinq exploitations avaient eu recours aux antibiotiques pour tenter d’endiguer la maladie. Pour 4 élevages, l’utilisation d’antibiotiques avait été métaphylactique sur l’ensemble des individus sensibles. Le résultat de l’antibiothérapie est ici apprécié différemment suivant les élevages (nul (1/5), modéré (3/5) à bon (1/5)). De même, 4 exploitations avaient eu recours à une précédente vaccination pour cette maladie avec un vaccin espagnol importé contenant une souche inactivée de Salmonella abortusovis associée, soit à une souche de Chlamydophila abortus, soit à plusieurs souches de

124

Chlamydophila psittacci. Sur ces 4 exploitations 2 rapportent une absence totale d’efficacité de cette précédente vaccination tandis que les 2 autres la qualifient de « modérée ».

La mise au point de l’autovaccin a donc été réalisée pour des affections sévères évoluant depuis de nombreuses années au sein de ces élevages, pour lesquels les alternatives thérapeutiques disponibles avaient eu une action limitée.

ii. Vaccination L’adjuvant était huileux pour 5 d’entre eux et aqueux pour les 2 autres. La composition plus précise de l’adjuvant utilisé n’a pas été communiquée.

L’ensemble des femelles reproductrices a été vacciné dans la majorité des élevages (5/7), les autres ont privilégié la vaccination des femelles de renouvellement. L’argument économique a été avancé pour justifier ce choix dans au moins une exploitation. Les injections vaccinales ont été réalisées à différents stades physiologiques : avant la mise à la reproduction pour au moins 2 élevages et au début de la gestation pour un autre.

L’objectif de l’autovaccin était soit la prévention à court terme de l’affection (3/7) soit une action véritable à plus long terme (4/7). Cela traduit, pour au moins une partie des vétérinaires, une attente de résultats tangibles au bout de plusieurs années d’utilisation.

iii. Évaluation des résultats obtenus Pour les élevages ovins, la totalité (6/6) des vétérinaires prescripteurs rapporte une forte baisse de prévalence des avortements à salmonelles suite à l’autovaccination. Cette baisse est jugée « très importante » pour 2 élevages sans que le vétérinaire praticien s’autorise à estimer une prévalence. Les résultats sont présentés pour les autres dans la figure 21 ci-dessous.

La prévalence des avortements est désormais évaluée inférieure à 10 % pour ces 4 exploitations.

Figure 21 : Représentation de la prévalence des avortements après utilisation de l'autovaccination dans 4 élevages en fonction de la prévalence des avortements avant l’utilisation de l’autovaccin

L’axe oblique correspond à une efficacité nulle.

125

Pour l’élevage bovin, le recul est jugé trop faible par le vétérinaire prescripteur pour évaluer l’action présumée de l’autovaccin. Néanmoins, l’éleveur n’avait pas rapporté d’avortements sur les premiers individus autovaccinés lors du début de cette saison de vêlage. L’efficacité de l’autovaccin est évaluée subjectivement supérieure ou égale à 4/5 par 5 des 6 vétérinaires praticiens ayant utilisé l’autovaccin chez les ovins. La réduction des signes cliniques pour les individus touchés par la maladie après l’autovaccination est également estimée supérieure ou égale à 4/5 par 5 des 6 vétérinaires. La réduction de la prévalence de la maladie est évaluée selon les mêmes proportions (Figure 22).

Figure 22 : Évaluation subjective de l'action d'autovaccins utilisés pour prévenir les avortements à salmonelles chez des ovins pour chaque exploitation En bleu, évaluation de son efficacité, en orange évaluation de son action sur l’expression des signes cliniques et en gris évaluation de son action sur la prévalence de la maladie

c. Utilisations d’autovaccins pour les maladies néonatales à Escherichia coli des bovins

i. Contexte de l’élevage Sept autovaccins ont été mis au point et utilisés pour tenter d’apporter une réponse thérapeutique aux maladies néonatales sévissant dans 7 élevages différents.

Les individus touchés étaient tous des veaux de 0 à 30 jours et pour 6 de ces 7 exploitations, les veaux touchés avaient moins de 15 jours. Cette catégorie regroupe des symptômes multiples et variables en fonction des élevages considérés. Ils prenaient majoritairement (5/7) la forme de diarrhées accompagnées ou non de signes neurologiques ou de signes cliniques de septicémie. Deux élevages se distinguent par la présence de morts subites apparemment accompagnées de très peu de symptômes avant-coureurs pour le premier, et de l’évolution rapide d’omphalites vers des polyarthrites ou des péritonites pour le second.

La prévalence de la maladie était relativement importante entre 17 % et 40 % des veaux atteints pour la majorité des élevages (4/7). Deux élevages ont présenté des prévalences supérieures (jusqu’à plus de 90 %) en début de saison de vêlages, la situation ayant ensuite été contenue par l’utilisation d’antibiotiques. Cinq élevages présentaient de la mortalité consécutive aux symptômes décrits précédemment. Parmi les malades, la mortalité était également très élevée, elle évoluait entre 25 et 50 % pour deux élevages, deux autres décrivent une mortalité affectant « quasiment tous les individus malades ».

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La totalité des isolements a révélé la présence d’au moins une souche d’Escherichia coli. Pour au moins 4 isolats, la bactérie a été caractérisée comme non typable avec les tests biologiques couramment disponibles. De plus, 2 bactéries isolées ont été caractérisées comme multirésistantes à l’aide d’antibiogrammes. Cette précision a été recueillie spontanément et ne faisait pas l’objet d’une question, la part de bactéries multirésistantes peut donc être sous-estimée. Un dernier prélèvement a permis d’isoler une Trueperella pyogenes en plus d’une Escherichia coli. Les isolements ont été réalisés à partir de fèces (3/7) en cas de diarrhée, de LCR (1/7) ou d’encéphale (1/7), en cas de symptômes neurologiques associés, de poumon (1/7) pour l’élevage présentant des morts subites. Un prélèvement de pus issus d’un abcès ombilical a également permis l’isolement d’une E. coli.

L’isolement bactérien permettant la préparation de l’autovaccin a été effectué au cours de la première saison de vêlages où la maladie s’est déclarée pour au moins 2 exploitations. Pour les autres, l’apparition des symptômes remontait à moins de 3 ans.

L’ensemble des éleveurs (7/7) ont eu recours aux antibiotiques pour maîtriser cette affection. Pour 2 d’entre eux, il s’agissait d’antibiotiques critiques. Certains (3/7) ont utilisé les antibiotiques en métaphylaxie sur l’ensemble des veaux avant la période à laquelle se déclaraient les symptômes. Le résultat de l’antibiothérapie apparait globalement satisfaisant, il est jugé bon (5/7) ou modéré (2/7). Dans 5 de ces exploitations, les mères ayant donné naissance aux veaux touchés par les maladies étaient vaccinées avec différents vaccins avec AMM constitués d’un ou de plusieurs sérotypes d’Escherichia coli.

La mise au point d’autovaccin a, dans ce groupe, été réalisée face à des affections néonatales émergentes à fortes morbidité et mortalité. Elle a été précédée par l’utilisation massive d’antibiotiques, parfois critiques, dont les résultats ont été jugés globalement satisfaisants. Le recours à l’autovaccin a été motivé par la recherche d’une solution thérapeutique alternative aux antibiotiques.

ii. Vaccination Un adjuvant aqueux a été incorporé dans l’ensemble des solutions vaccinales de cette catégorie. Comme précédemment, sa composition précise n’a pas été communiquée.

Ce sont les femelles gestantes, dans le dernier tiers de gestation, qui ont été vaccinées dans la totalité des élevages (7/7). Pour au moins 3 d’entre eux, la deuxième injection avait lieu 1 mois avant la date prévue du vêlage.

Suivant l’échelonnement des naissances dans le temps, ou la conduite du troupeau en différents lots, l’objectif de la vaccination était soit la protection des veaux à naitre au cours de la même saison de vêlages soit au cours de la saison suivante.

Parallèlement à la vaccination, au moins 2 éleveurs ont évalué et ajusté l’alimentation des vaches en fin de gestation.

Compte tenu du jeune âge des individus touchés, le choix de protéger les veaux par l’immunité colostrale en stimulant préalablement le système immunitaire des mères a été réalisé par l’ensemble des vétérinaires prescripteurs.

iii. Évaluation des résultats obtenus La majorité des vétérinaires prescripteurs (5/7) rapportent une prévalence de l’affection ciblée en très forte baisse en réponse à l’autovaccination. Parmi les autres, un élevage ayant mis en place l’autovaccin face à des entérites néonatales ne rapporte aucun changement quant à la prévalence de

127 la maladie dans l’élevage suite à l’autovaccination. Depuis, dans cet élevage, la présence d’une infection d’une partie du troupeau par le virus de la BVD a été objectivée.

La prévalence apparemment très faible de la maladie avant utilisation de l’autovaccin dans l’élevage signalé par une étoile dans le graphique ci-dessous s’explique par la bonne réponse au traitement antibiotique métaphylactique mis en place en réponse aux cas cliniques présents en début de saison de vêlages. L’évolution des prévalences est illustrée par la figure 23.

Figure 23 : Représentation de la prévalence des affections ciblées après utilisation de l'autovaccination dans 6 élevages en fonction de la prévalence de la maladie avant l’utilisation de l’autovaccin

L’axe oblique correspond à une efficacité nulle et l’étoile rouge un élevage présentant un contexte particulier

Enfin, un élevage a été exclu de la représentation graphique du fait d’une probable erreur d’interprétation des questions posées. En effet, dans cet élevage, les veaux présentaient de la diarrhée accompagnée de signes neurologiques conduisant à leur mort dans la quasi-totalité des cas. Après autovaccination, l’éleveur rapporte une prévalence de la maladie de 100 % en prenant en compte des diarrhées auto-résolutives sur 5 jours. Les veaux de l’exploitation n’ont présenté ni signes neurologiques ni mortalité.

Six des 7 vétérinaires attribuent à l’efficacité de l’autovaccin une note supérieure ou égale à 4/5 (Figure 24). La réduction des signes cliniques permise par l’autovaccin pour les individus touchés par la maladie recueille la même évaluation pour 5 vétérinaires. Un autre ne s’est pas prononcé sur cette question.

Enfin, la réduction de la prévalence de la maladie suite à l’autovaccination est également évaluée supérieure ou égale à 4/5 par 5 vétérinaires. L’évaluation de ce dernier paramètre à 1/5 correspond au cas particulier détaillé précédemment.

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Figure 24 : Évaluation subjective de l'action d'autovaccins utilisés pour prévenir certaines maladies néonatales des bovins pour chaque exploitation En bleu, évaluation de son efficacité, en orange évaluation de son action sur l’expression des signes cliniques et en gris évaluation de son action sur la prévalence de la maladie

d. Utilisations d’autovaccins lors de pneumonies

i. Contexte d’élevage Cinq exploitations ont eu recours à des autovaccins pour des pneumonies à germes classiques (exclusion des affections à mycoplasme de cette catégorie).

Il s’agit d’élevages bovins (2/5) ovins (2/5) et caprin (1/5). Les animaux touchés étaient tous des individus juvéniles, âgés de quelques jours à plusieurs mois. Dans l’ensemble des élevages, les animaux touchés présentaient de la dyspnée, de la toux et de l’hyperthermie. L’élevage caprin se distingue par des individus qui présentaient également de la diarrhée.

La prévalence de la maladie était estimée entre 10 et 25 % des individus de la classe d’âge sensible pour 4 des 5 exploitations. Pour une autre, « la quasi-totalité » des jeunes était touchée, sans quantification précisée. Dans l’ensemble des exploitations (5/5), la maladie entraînait la mortalité d’une partie des individus atteints. Pour 3 d’entre eux, elle était très forte et comprise entre 60 et 75 % des individus touchés. La mortalité des individus malades a été évaluée comme « faible » dans un autre élevage et comme « élevée » dans un dernier.

Les prélèvements réalisés à partir de poumons ont permis d’isoler Pasteurella multocida dans 2 élevages, Mannheimia haemolytica dans 3 et Trueperella pyogenes dans 1. Dans l’élevage caprin, un variant de Salmonella Typhimurium a également été isolé à partir de prélèvements d’intestins. Parmi les autovaccins préparés, 2 étaient multivalents.

Préalablement à l’autovaccin, les 5 élevages ont eu recours à l’utilisation d’antibiotiques, 3 en ont fait un usage métaphylactique sur les jeunes individus avant la période classique d’expression des symptômes. L’efficacité du traitement antibiotique a été jugée différemment suivant les élevages (bon (1/5), modéré (3/5) et nul (1/5)). Les 2 élevages bovins avaient déjà mis en place une vaccination des mères et des jeunes avec un vaccin multivalent contenant notamment une souche inactivée de Mannheimia haemolytica. Les 2 élevages ovins avaient eux mis en place une vaccination des mères et des agneaux à 4 et 8 semaines (pour au moins l’un d’entre eux) avec un vaccin contenant des corps bactériens inactivés de différents sérotypes de Mannheimia haemolytica et de Pasteurella trehalosi.

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Pour la majorité des élevages (3/5), la maladie évoluait depuis plus de 3 ans. Un élevage se distingue avec la préparation d’un autovaccin pour une affection n’évoluant que depuis quelques mois.

ii. Vaccination Les différents autovaccins de cette catégorie ont été mis au point avec un adjuvant aqueux.

Sur les 5 élevages, 4 ont vacciné les jeunes. Pour 2 d’entre eux, la première injection a été réalisée à 3 ou 4 semaines et à 6 mois d’âge pour un autre. Enfin, en raison de la précocité des signes cliniques, l’un des vétérinaires prescripteurs a opté pour une injection dès 5 à 10 jours d’âge tandis que l’autre a préconisé une vaccination des femelles gestantes (la dernière injection ayant lieu 1 mois avant la mise bas).

Par ailleurs, un élevage a associé l’injection de l’autovaccin préparé à partir d’une souche de Pasteurella multocida avec celle d’un vaccin avec AMM contenant notamment une souche inactivée de Mannheimia haemolytica. Un autre a continué l’injection systématique d’antibiotiques aux agneaux à l’âge d’une semaine.

Parmi les 4 élevages ayant procédé à la vaccination des jeunes, au moins 3 ont vacciné l’ensemble des individus sensibles.

L’objectif de la vaccination était, pour les 5 vétérinaires prescripteurs, d’apporter une protection à court terme aux individus vaccinés. Cela traduit ici une attente de résultats rapides.

iii. Évaluation des résultats obtenus

Pour l’ensemble des élevages, les vétérinaires prescripteurs rapportent une baisse importante de la prévalence de la maladie. Néanmoins, les 2 élevages ovins sont exclus de la suite de la présentation des résultats. En effet, dans un premier élevage, l’éleveur a continué l’injection systématique d’antibiotiques aux agneaux à 1 semaine d’âge. Dans un second élevage, l’éleveur a injecté des antibiotiques aux individus touchés dès les premiers signes cliniques respiratoires (dyspnée, toux).

Pour les 3 élevages restants, l’évolution des prévalences est présentée par la figure 25.

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Figure 25 : Représentation de la prévalence des maladies respiratoires ciblées après utilisation de l'autovaccination dans 3 élevages en fonction de la prévalence de la maladie avant l’utilisation de l’autovaccin

L’axe oblique correspond à une efficacité nulle L’efficacité de l’autovaccination est estimée, subjectivement, supérieure ou égale à 4/5 par 3 vétérinaires sur 4 s’étant exprimés. La diminution de l’intensité des signes cliniques permise par l’autovaccin chez les individus qui déclarent la maladie ne fait pas l’unanimité. Elle est estimée supérieure ou égale à 4/5 par 2 vétérinaires, et à 1/5 par 2 autres. La diminution de la prévalence de la maladie permise par l’autovaccin est plus consensuelle. Elle est évaluée à supérieure ou égale à 4/5 par 3 des 4 vétérinaires (Figure 26).

Figure 26 : Évaluation subjective de l'action d'autovaccins utilisés pour prévenir certaines maladies respiratoires pour chaque exploitation

En bleu, évaluation de son efficacité, en orange évaluation de son action sur l’expression des signes cliniques et en gris évaluation de son action sur la prévalence de la maladie

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e. Utilisations d’autovaccins pour des affections à mycoplasmes

i. Contexte d’élevage Sept exploitations ont eu recours à un autovaccin préparé à partir de différentes espèces de mycoplasmes. Il s’agit pour la majorité d’élevages caprins laitiers (6/7) ainsi que d’un élevage bovin.

Les 6 élevages caprins présentent des affections qui diffèrent au niveau des symptômes et des individus touchés. L’expression clinique dans chacun de ces élevages est résumée par le tableau XXI.

Tableau XXI : Symptomatologie dans les élevages caprins concernés par la préparation d'autovaccins à base de mycoplasmes

Classe d’âge des Symptômes Mortalité individus Prévalence majoritaires associée touchés Élevage 1 Toutes Dyspnées Entre 8 et 10 % « Importante » Chèvres en Plus de 30 % de Élevage 2 Mammites « Importante » lactation la classe d’âge Chèvres en Mammites et 10 % de la classe Élevage 3 Entre 15 et 20 % lactation polyarthrites d’âge Chèvres en Mammites et Élevage 4 Environ 30 % Environ 25 % lactation dyspnées Mammites et Présente mais Élevage 5 Toutes Environ 30 % polyarthrites non quantifiée Mammites, « Très Plus de 40 % des Chèvres en dyspnée (CL) et importante », Élevage 6 lactation (CL) et femelles en polyarthrites (C) mais non chevreaux (C) lactation et conjonctivite quantifiée »

Malgré la diversité des symptômes, les atteintes mammaires articulaires et respiratoires dominent, elles correspondent à certaines composantes du « syndrôme MAKePS ». La sévérité de l’affection est très importante au sein de ces élevages, avec au moins la moitié d’entre eux qui présente plus de 25 % de mortalité parmi leurs effectifs.

L’élevage bovin présentait des signes cliniques de pneumonies chez environ 40 % des veaux au cours de leur première année. L’éventuelle mortalité associée n’a pas été précisée.

Chez les élevages caprins, suivant le symptôme dominant, les matrices de prélèvements ont été du lait pour 5 élevages, du poumon pour 2 et du sang pour un dernier.

Les espèces de mycoplasmes isolées ont été M. mycoides subsp. capri (3/6), M. putrefaciens (2/6), M. capricolum subsp. capricolum (2/6) et M. agalactiae (1/6). Dans l’élevage bovin, une souche de M. bovis a été isolée à partir d’un prélèvement de poumon.

Avant l’autovaccin, des antibiotiques ont été utilisés massivement dans l’ensemble des élevages. Dans au moins 2 élevages, l’utilisation d’antibiotiques a été métaphylactique. Enfin, dans au moins 2 élevages, les antibiotiques utilisés étaient des antibiotiques critiques. Une nouvelle fois, l’appréciation des résultats diffère suivant les élevages. L’efficacité du traitement antibiotique est évaluée comme nulle dans 3 élevages, moyenne dans 2, bonne pour les mammites et nulle pour les arthrites dans un autre et bonne uniquement pour les antibiotiques critiques dans un dernier.

132

Un unique élevage avait déjà procédé à la vaccination d’au moins une partie de son troupeau avec un vaccin espagnol importé contenant des souches tuées de M. agalactiae, de M. capricolum et de M. mycoides subsp. mycoides. Les résultats de la vaccination avaient été jugés décevants dans cet élevage.

La maladie s’était déclarée récemment dans 2 exploitations (6 mois et 1 an), alors qu’elle sévissait depuis plusieurs années dans les 5 autres.

Des autovaccins ont donc été mis au point pour tenter d’apporter une protection à des troupeaux souffrant d’affections à mycoplasmes caractérisées par des symptômes divers et entraînant des taux de mortalité assez importants.

ii. Vaccination À l’exception d’un unique autovaccin ayant servi pour la seconde injection dans l’un des élevages, qui contenait un adjuvant huileux, l’ensemble des autovaccins de cette catégorie contenaient un adjuvant aqueux.

Parmi les 6 élevages caprins, la moitié n’ont vacciné que les chevrettes de renouvellement (3/6), les 3 autres ont vacciné l’ensemble des femelles reproductrices. Le stade physiologique des individus vaccinés varie suivant les exploitations. La vaccination de l’ensemble des individus de la classe d’âge concernée a été préconisée par 4 vétérinaires tandis que pour 2 élevages, les seuls individus sains ont été vaccinés. Dans au moins 2 élevages, elle a été effectuée pendant le dernier tiers de la gestation. Dans un autre, elle a été effectuée avant la lutte et dans un dernier, l’ensemble des individus a été vacciné le même jour qu’importe le stade physiologique.

Dans l’élevage bovin, l’ensemble des veaux a été vacciné entre 2 et 3 mois d’âge.

Parallèlement à la vaccination, plusieurs éleveurs ont renforcé l’hygiène globale de leur exploitation, et modifié leur technique de traite (désinfection des trayons). Dans une autre exploitation, la conduite d’élevage a été fortement modifiée et la thermisation du colostrum mise en place. Dans un dernier élevage, la contamination de l’eau par l’espèce de mycoplasme en question aurait été identifiée.

Une amélioration de la situation des élevages était attendue à moyen terme par la majorité des vétérinaires prescripteurs (4/7) et des résultats à court terme pour 2 autres.

iii. Résultats Pour les élevages caprins de cette catégorie, l’évaluation des résultats est complexe, elle est résumée par le tableau XXII. Deux vétérinaires se refusent à l’estimer en raison d’un manque de recul ou de plusieurs paramètres modifiés simultanément. Deux autres se déclarent satisfaits par l’action de l’autovaccin et évaluent subjectivement son efficacité à 5/5. Les 2 derniers y affectent une note de 3/5 et ne rapportent pas d’amélioration significative de la situation de l’élevage.

133

Tableau XXII : Évaluation des résultats obtenus après utilisation d'autovaccins mycoplasmes dans les élevages caprins

Évaluation de l’autovaccin

Prévalence de

Prévalence de la Symptômes la maladie ues maladie après majoritaires avant l’autovaccin

l’autovaccin

Efficacité

Prévalence

Diminution des des Diminution signes cliniq signes

Élevage 1 Dyspnées Entre 8 et 10 % 3/5 1/5 3/5 Environ 3 % Élevage 2 Mammites « Importante » Non évaluées

Mammites et Entre 15 et Élevage 3 5/5 5/5 5/5 Moins de 5 % polyarthrites 20 %

Mammites et Taux cellulaires du Élevage 4 Environ 30 % 3/5 3/5 1/5 dyspnées lait inchangé Mammites et Élevage 5 Environ 30 % Non évaluées polyarthrites « Fin des Mammites, « Très symptômes dyspnée (CL) importante », pulmonaires, et Élevage 6 mais non 5/5 4/5 5/5 polyarthrites polyarthrites quantifiée devenues (C) et anecdotiques sur conjonctivite chevreaux

Dans l’élevage bovin, la prévalence de la maladie semble être passée de 20 % avant vaccination à 10 % chez les individus vaccinés. Le vétérinaire prescripteur se déclare pour l’instant « satisfait » de son utilisation d’autovaccins. Il évalue l’efficacité de l’autovaccin à 4/5, la diminution des signes cliniques chez les individus exprimant la maladie ainsi que l’action de l’autovaccin sur la prévalence de la maladie à 4/5.

f. Autres utilisations d’autovaccins chez les ruminants

Des autovaccins ont été préparés pour 5 autres exploitations dont les symptômes et les germes responsables ne rentrent pas dans les catégories précédentes.

i. Un autovaccin contre Listeria monocytogenes chez des chèvres Un autovaccin constitué de bactéries Listeria monocytogenes et d’un adjuvant aqueux a été mis au point à partir d’un encéphale de chèvre. Dans l’élevage en question, 15 % des chèvres en lactation présentaient des symptômes neurologiques conduisant à leur mort. La situation s’aggravait depuis 3 ans, l’utilisation d’antibiotiques ne donnant pas de résultats satisfaisants.

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Depuis la fin du protocole de vaccination des chèvres en lactation, aucun individu n’a présenté de signes cliniques neurologiques. L’efficacité de l’autovaccin est ici évaluée à 5/5 par le vétérinaire prescripteur. Son action pour réduire les signes cliniques des individus nouvellement malades n’est pas évaluable. Enfin la diminution de la prévalence de la maladie permise par l’autovaccin est également évaluée à 5/5.

ii. Un autovaccin contre des kératites infectieuses chez des ovins Un autovaccin préparé à base de Moraxella spp. et d’un adjuvant aqueux a été mis au point à partir d’un écouvillon oculaire réalisé chez un ovin infecté. La maladie se caractérisait par des conjonctivites suivies de l’apparition de lésions sur la cornée chez un peu plus de 15 % des ovins présents. L’affection concernait l’ensemble des classes d’âge sans exception et évoluait dans l’élevage depuis 2 ans. Les traitements antibiotiques mis en place précédemment avaient entraîné de faibles résultats, des récidives avaient également été constatées. L’ensemble des individus a été vacciné. Depuis la vaccination, 2 ovins ont nécessité un traitement antibiotique et 8 ont présenté d’un début d’opacification de la cornée suivi d’une auto-guérison. La vétérinaire prescriptrice se déclare satisfaite de l’action de l’autovaccin, elle évalue son efficacité à 4/5. La diminution des symptômes exprimés par les individus nouvellement infectés, permise par l’autovaccin, est jugée importante et évaluée à 5/5. Enfin, la diminution de la prévalence de la maladie est estimée à 5/5.

iii. Un autovaccin contre Salmonella enterica sérotype enteritidis chez des bovins Un autovaccin constitué de bactéries Salmonella enterica sérovar Enteritidis a été mis au point à partir d’un prélèvement de fèces. Le diagnostic a été posé suite à plusieurs cas cliniques de salmonelloses caractérisés par des diarrhées sévères chez un peu plus de 5 % des vaches adultes ainsi que par un avortement. Les individus touchés ont bien répondu aux traitements antibiotiques et de soutien, l’affection n’a pas entraîné de mortalité. Néanmoins, les risques abortif et zoonotique ont motivé la préparation de l’autovaccin. L’ensemble des bovins adultes ainsi que les futurs reproducteurs ont été vaccinés. Les injections ont été réalisées trop peu de temps avant la fin du recueil des questionnaires pour évaluer un éventuel résultat.

iv. Utilisations d’autovaccins pour améliorer la qualité du lait Trois autovaccins ont été mis au point pour répondre à un défaut de qualité du lait produit. Dans 2 élevages bovins, le lait était fréquemment contaminé par des salmonelles (S. mbandaka dans les 2 élevages et S. montevideo dans un seul) depuis plusieurs années sans que les mesures d’hygiène renforcées mises en place parviennent à améliorer véritablement la situation. Aucun individu n’a présenté de signes cliniques associés à ces bactéries. Aucun traitement médicamenteux n’avait été réalisé. L’ensemble des femelles à partir de 6 mois ont été vaccinées le même jour (donc à différents stades physiologiques). L’objectif de la vaccination était ici de faire baisser la charge bactérienne de l’exploitation. Dans un des élevages, la mise en place du protocole est trop récente pour évaluer d’éventuels résultats. Dans la seconde exploitation, quelques semaines après l’autovaccin, le lait ne contenait plus de salmonelles. De plus, des échantillons de fèces avaient été prélevés sur une dizaine d’individus afin de quantifier le portage de salmonelles avant et après l’autovaccin. Une baisse sensible du portage de salmonelles avait été observée 2 mois après l’autovaccin dans cet échantillon limité. Les acteurs ayant participé à la mise en place de l’autovaccin dans cet élevage sont satisfaits de l’évolution de la situation sans que l’amélioration puisse être rapportée de façon certaine à l’autovaccin.

Enfin, pour un dernier élevage caprin, un autovaccin contenant une souche de S. aureus ainsi qu’une souche de S. uberis a été préparé. L’affection se caractérisait depuis plusieurs années par des mammites cliniques et un taux de cellules somatiques du lait de tank très important. De précédents essais avec des antibiotiques intramammaires au tarissement ainsi que la vaccination avec un vaccin avec AMM contenant notamment une souche inactivée de S. aureus n’avait pas engendré de résultats.

135

L’ensemble des femelles a été vacciné au tarissement. Plusieurs mois après la vaccination, l’éleveur ne rapporte pas d’évolutions significatives du taux cellulaire du lait produit.

g. Intérêt des autovaccins pour réduire l’utilisation d’antibiotiques

Parmi les élevages participant à l’enquête, la majorité (30/38) avait eu recours à des antibiotiques avant l’autovaccin face aux différentes affections. Cette problématique a fait l’objet d’une question clairement explicitée auprès des vétérinaires prescripteurs ou de certains éleveurs. Douze d’entre eux, soit près de 40 % des vétérinaires qui avaient utilisé des antibiotiques déclarent en avoir fait un usage métaphylactique. Enfin, sur les 30 vétérinaires, 4 ont utilisé des antibiotiques critiques.

Plus de 2/3 des vétérinaires (23/29) ayant réalisé le protocole vaccinal dans son intégralité et qui déclaraient tenter de contenir la maladie à l’aide d’antibiotiques affirment que l’autovaccin a permis de diminuer la quantité d’antibiotiques utilisée dans ces élevages. Trois déclarent le contraire. Les derniers n’ont pas répondu à cette question.

h. Effets secondaires

La survenue d’effets secondaires suite à l’injection de l’autovaccin a fait l’objet d’une question. Une réponse a été apportée pour 37 élevages. Parmi eux, un peu moins de 25 % (9/37) rapportent des effets secondaires.

Parmi les autovaccins contenant un adjuvant huileux, 5/6 ont entraîné des effets secondaires caractérisés par l’apparition de réactions inflammatoires exacerbées et d’abcès au point d’injection (5/5). Au sein des troupeaux vaccinés, la prévalence de ces réactions vaccinales varie de 20 à 90 % avec une moyenne à 60 %. Un élevage rapporte également l’apparition de réactions générales avec fièvre, abattement et boiteries. Plusieurs vétérinaires rapportent l’importance des conditions d’administration pour limiter l’apparition d’effets secondaires (remise à température du vaccin, changements réguliers d’aiguilles).

Parmi les autovaccins « aqueux » 4/32 ont entraîné l’apparition d’effets secondaires rapportés. Ces derniers sont de diverses natures. Ils sont rapportés par le tableau XXIII.

Tableau XXIII : Description des effets secondaires rapportés après injection d'un autovaccin contenant un adjuvant huileux

Nature des effets Espèce animale Prévalence secondaires Réaction inflammatoire Élevage A Bovins Entre 5 et 10 % au point d’injection Mort subite chez des Élevage B Caprins individus apparemment 0,5 % sains Avortement chez les Élevage C Caprins chevrettes après la 12,5 % première injection Excrétion de la bactérie Élevage D Caprins 1 unique individu dans le lait

136

C. Discussion

Le pourcentage de participation à l’enquête s’élève à plus de 85 % (39/45), cela a été rendu possible au prix d’un investissement personnel important et de nombreuses relances. Les répondants (vétérinaires praticiens et éleveurs) ont majoritairement montré leur intérêt pour ce travail. En effet, actuellement aucun système de recueil des données n’est organisé pour collecter les retours de terrain des vétérinaires praticiens vis-à-vis de cette problématique. Malgré ce taux de retours important, la petite taille de l’échantillon de départ ainsi que la diversité des couples espèce pathogène – espèce animale concernés par l’utilisation d’autovaccins ne permet pas de réaliser des groupes aux effectifs conséquents.

De plus, le recueil des informations a été réalisé très majoritairement auprès des vétérinaires prescripteurs. Ainsi, les données communiquées peuvent souffrir d’incertitudes car ils représentent un intermédiaire supplémentaire entre la source des données et leur collecte. Dès lors, les appréciations qualitatives et quantitatives communiquées relèvent d’évaluations subjectives de la part des vétérinaires praticiens. Elles ne sont généralement pas le fruit de l’étude du registre d’élevage ou du bilan sanitaire d’élevage. On peut également suspecter que la part de vétérinaires satisfaits de leur expérience avec l’autovaccin est légèrement surestimée. En effet, les vétérinaires ayant obtenu des résultats encourageants ont pu être davantage motivés à participer à l’enquête que les praticiens insatisfaits. De même, le manque d’informations ou de précisions s’explique parfois par la difficulté d’obtenir des informations précises par les éleveurs lorsque la situation est jugée en amélioration. Ce point a été signalé par plusieurs vétérinaires. Pour les premiers élevages ayant utilisé les autovaccins, l’enquête était rétrospective, ainsi les informations données ont pu manquer de précisions.

Suivant la nature de l’affection visée par l’autovaccin, son ancienneté au sein de l’élevage, sa sévérité et sa prévalence, les attentes des praticiens par rapport à un éventuel résultat étaient à plus ou moins long terme. Néanmoins, aucun d’entre eux ne semble en avoir attendu une action curative malgré le fait qu’il soit utilisé dans un contexte où sévit déjà la maladie. Ainsi, l’autovaccin chez les ruminants est ici exclusivement envisagé comme un outil de prévention.

L’étude des situations ayant conduit à la préparation d’autovaccins révèle qu’il s’agit en majorité d’affections sévères aux répercussions économiques supposées importantes. En effet, les affections décrites se caractérisent pour beaucoup par des prévalences, voire des taux de mortalité particulièrement élevés. Le recours aux autovaccins a été effectué en accord avec la réglementation, en l’absence d’alternatives thérapeutiques efficaces ou lorsque ces dernières n’étaient pas envisageables sur la durée (comme l’usage massif d’antibiotiques, parfois critiques). Les modalités de mise en œuvre de la vaccination (schéma vaccinal, individus à vacciner) ont différé entre les élevages. En effet, ces paramètres sont à la seule appréciation du vétérinaire prescripteur qui dispose (dans le cadre de la réglementation) de cet outil thérapeutique comme il l’entend.

La notion d’efficacité des autovaccins est un paramètre particulièrement délicat à évaluer. Premièrement, il convient de rappeler que les données issues de l’utilisation d’un autovaccin dans un élevage particulier ne sont pas généralisables à l’ensemble des autovaccins utilisés pour le même couple d’intérêt dans d’autres élevages. La généralisation serait encore plus aléatoire pour une autre espèce pathogène ou une autre espèce animale (81). Cela s’explique par les différences en matière d’adjuvants, de nature de bactéries, de composition de l’autovaccin et des individus vaccinés (81, 111, 139). Ainsi, la question « les autovaccins sont-ils efficaces ? » ne trouvera ici aucune réponse. Des tendances peuvent néanmoins être dressées. C’est d’ailleurs un des objectifs de l’enquête réalisée. Il apparait que la quasi-totalité des vétérinaires ayant utilisé un autovaccin préparé à partir d’une souche d’Escherichia coli associée à un adjuvant aqueux dans le cadre de maladies néonatales du veau est particulièrement satisfaite. D’après les résultats rapportés, les prévalences des maladies semblent,

137 dans l’ensemble, en très forte baisse. L’utilisation d’autovaccins préparés à base de Salmonella spp. et d’un adjuvant huileux dans le cadre des avortements de petits ruminants semble apporter des retours similaires. Les résultats, parfois encourageants, sont plus contrastés pour les autres maladies. Enfin, certaines utilisations d’autovaccins sont rapportées à titre d’exemples, le nombre d’élevages concernés étant trop limité.

Il convient également de rappeler que les résultats rapportés par les vétérinaires prescripteurs n’ont pas fait l’objet de contrôles ou d’analyses au sein des élevages. Par ailleurs, dans plusieurs exploitations, parallèlement à l’utilisation de l’autovaccin, la conduite d’élevage a été modifiée (changements alimentaires, renforcement de l’hygiène, changements de la technique de traite) ou d’autres agents pathogènes isolés (Virus de la BVD) parallèlement à l’autovaccin. Ainsi, dans ces cas précis, l’amélioration mise en évidence ne peut pas être strictement attribuée à l’autovaccin.

Enfin, certaines prévalences peuvent avoir été sous-estimées à cause d’une interprétation personnelle de la question par les répondants. Par exemple, pour les cas d’avortement à salmonelles chez les ovins, au moins un vétérinaire ayant estimé la prévalence des avortements à 0 reconnait qu’il y a toujours quelques avortements quand un grand nombre d’individus s’apprêtent à mettre bas. Or, comme ce dernier a estimé que leurs caractéristiques ne correspondaient pas à des avortements à salmonelles, il n’a signalé aucun avortement. Cette situation a pu s’être produite à plusieurs reprises.

Les réactions inflammatoires et abcès localisés au point d’injection semblent être les réactions les plus fréquentes, en particulier lors de l’utilisation d’un adjuvant huileux (81, 113). D’après les résultats de l’enquête, ce dernier semble beaucoup plus réactogène que l’adjuvant aqueux. Cependant, comme le recueil des informations a été réalisé auprès de vétérinaires, il est possible que les effets secondaires les moins graves n’aient pas toujours été communiqués par les éleveurs. Par ailleurs, pour des raisons de confidentialité, la composition précise des adjuvants n’a pas été communiquée. Ainsi les termes « aqueux » et « huileux » peuvent chacun renvoyer à plusieurs compositions (111). De plus, lors de l’étude des effets secondaires, seule la nature de l’adjuvant a été prise en compte. Or la nature des antigènes ainsi que la relation antigène – adjuvant peuvent également être déterminantes dans la survenue de réactions vaccinales (81, 111).

Enfin, les effets secondaires déclarés n’ont pas fait l’objet d’une enquête pour en définir l’imputabilité ou non à l’autovaccin. L’imputabilité de l’apparition d’abcès au point d’injection lors de l’utilisation d’un autovaccin contenant un adjuvant huileux est connue (113, 121) et ici fortement probable. À l’inverse, l’excrétion de bactéries dans le lait suite à l’injection de bactéries inactivées par voie sous- cutanée semble plus difficile à envisager. Plusieurs vétérinaires soulignent l’importance des conditions d’administration (remise à température, ne pas multi ponctionner le flacon initial, changer régulièrement d’aiguilles…) pour minimiser la survenue d’effets secondaires. Ces dernières auraient pu faire l’objet d’une question afin de vérifier si ces bonnes pratiques ont réellement un impact sur la survenue d’effets secondaires.

La race des animaux a fait l’objet d’une question afin de recueillir un maximum d’informations sur l’élevage, mais n’a pas été exploitée par la suite en raison d’une trop faible occurrence de chacune des réponses. D’autres questions auraient pu être ajoutées comme la condition des animaux prélevés (vivants, morts à cause de la maladie ou euthanasiés). Cette enquête a également permis d’appuyer l’intérêt des autovaccins dans le cadre de la réduction de l’utilisation des antibiotiques. Ils ont également été utilisés par au moins 3 vétérinaires face à des bactéries multirésistantes. Outre la mise au point d’un vaccin censé être en parfaite adéquation avec les germes sévissant dans l’élevage, d’autres avantages des autovaccins ont été relevés. Le délai d’attente nul ainsi que la possibilité d’incorporer plusieurs valences vaccinales ont été appréciés par certains praticiens.

138

De plus, la mise au point d’une préparation sur mesure, uniquement pour l’élevage concerné, peut présenter dans des situations de crise une dimension psychologique positive pour certains éleveurs en grande détresse.

Néanmoins, les contraintes réglementaires sont un frein majeur à leur utilisation. D’une part, les surcoûts et délais supplémentaires engendrés par les repiquages obligatoires sont des premiers obstacles. D’autre part, les limites en matière de matrices prélevables autorisées réduisent leur utilisation, en particulier chez les caprins, où l’allèle de résistance aux ESST considéré par la réglementation est très peu répandu. Cette dernière limite a été déplorée par bon nombre de vétérinaires praticiens contactés. Enfin, certains vétérinaires ont jugé leur prix élevé pour des productions d’individus à faible valeur économique individuelle.

La complexité de la réglementation pourrait pousser, dans certains cas, des vétérinaires démunis d’autres solutions thérapeutiques, à utiliser des autovaccins hors du cadre réglementaire.

Bien qu’il ne s’agisse pas d’une alternative thérapeutique répondant à toutes les situations, l’enquête a souligné le probable intérêt de certains autovaccins face à des affections précises. L’organisation d’un système de collecte d’informations chiffrées précises et vérifiées, de la part des vétérinaires prescripteurs ou des éleveurs pourrait appuyer cette observation. Néanmoins, pour être exhaustive, la mise en place d’un tel processus nécessiterait une obligation légale de participation ou un intéressement financier.

III. De la prise de décision à l’injection, démarche pratique à destination des vétérinaires praticiens

Le vétérinaire prescripteur est l’élément central permettant l’utilisation d’autovaccins. En effet, c’est sur sa proposition que le recours à l’autovaccin pourra être accepté par l’éleveur. C’est le seul décideur, dans le respect de la réglementation, des modalités de préparation et d’application de l’autovaccin (81).

Le vétérinaire praticien s’intéressant aux autovaccins à destination des ruminants trouvera ci-dessous la procédure pour mettre au point un autovaccin ainsi que certaines réponses aux questions qu’il pourrait être amené à se poser. Certaines situations ou recommandations sont issues de remarques ou d’observations tirées de l’enquête précédente. A. Rappels réglementaires

La préparation d’un autovaccin à destination de ruminants n’est autorisée que pour les bovins (Bos taurus) les ovins (Ovis aries) et les caprins (Capra hircus). La préparation d’autovaccins à destination d’autres espèces de ruminants demeure interdite (89).

Les seuls agents pathogènes concernés sont actuellement les bactéries. Toutes les espèces bactériennes peuvent être utilisées pour la mise au point d’un autovaccin. Il n’y a pas d’espèces bactériennes exclues d’office par la réglementation.

Bien que considérée comme une préparation magistrale, la fabrication d’autovaccins par le vétérinaire praticien est interdite. Elle n’est autorisée qu’au sein d’établissements ayant reçu une autorisation de la part du directeur de l’Anses.

139

La prescription de l’autovaccin doit s’effectuer dans le cadre de la « cascade ». Son utilisation est pour l’instant encore restreinte au seul élevage et à la seule espèce animale à partir desquels est issu le prélèvement ayant servi à isoler la souche bactérienne. Ainsi en cas d’élevage mixte, l’ensemble des animaux ne pourra pas réglementairement bénéficier d’un même autovaccin (89). B. Gestion du relationnel avec l’éleveur

Le recours à un autovaccin nécessite la pleine adhésion de l’éleveur. Des cas d’abandon ont été rapportés avant même la première injection, ou entre les deux injections de primovaccination. La baisse de motivation de l’éleveur ou un coût jugé trop important une fois la procédure de fabrication lancée ont été avancés pour expliquer ces décisions. Ces cas de figure, certes rares, ont tout de même mené à des situations délicates entre le vétérinaire prescripteur et l’éleveur. Ainsi, il est indispensable, au moment de la prise de décision, de préciser à l’éleveur que les autovaccins sont mis au point à partir du seul germe identifié au sein de son exploitation et ne sont utilisables que dans cette dernière. Ainsi, une fois la préparation initiée au sein du laboratoire préparateur, des frais seront à régler même en cas d’abandon avant réception des autovaccins. De même, lorsque les préparations ont été livrées, il n’y a pas de retour et de remboursement envisageable au motif d’un abandon de la vaccination.

Afin d’anticiper d’éventuels retours négatifs, il convient de préciser qu’il s’agit d’une préparation magistrale n’ayant pas fait l’objet de tests d’innocuité ou d’efficacité. Dès lors, même si l’injection de certaines préparations contenant des bactéries inactivées accompagnées d’un adjuvant a fait preuve de son efficacité, ces résultats ne sont valables que pour les lots concernés. L’extrapolation pour des autovaccins similaires n’est pas envisageable.

Enfin, pour obtenir l’adhésion de l’éleveur, le coût du schéma vaccinal dans son ensemble ainsi que les délais attendus entre l’isolement de la bactérie et la réception de l’autovaccin devront être précisés. C. Contexte propice à la préparation d’autovaccins

À première vue, aucun contexte particulier d’utilisation ne semble exclu. Néanmoins, les autovaccins sont des préparations thérapeutiques envisagées lorsqu’il n’existe pas d’autres alternatives, ou que ces dernières ont montré leurs limites. De plus, l’affection visée doit être la cause de pertes économiques non négligeables pour légitimer le coût engendré par leur emploi. L’enquête réalisée a permis d’identifier plusieurs contextes propices à leur utilisation. Ils ont notamment été utilisés pour lutter contre des affections évoluant depuis de nombreuses années dans l’élevage en question chez lequel les traitements antérieurs n’ont pas apporté d’amélioration satisfaisante ou au prix d’utilisation métaphylactique d’antibiotiques parfois critiques.

Ils ont également été utilisés en réponse à l’apparition d’une affection particulièrement sévère caractérisée par une forte morbidité ou d’une mortalité au sein d’un élevage.

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D. Estimation des coûts et des délais

1. Estimation des coûts

Le coût d’un autovaccin est variable selon la souche bactérienne, le nombre de valences vaccinales, l’espèce de destination ou encore le nombre de doses commandées. De plus, ces informations ne sont pas communiquées aisément. Néanmoins, une estimation assez large peut-être dressée. Cette dernière est donnée à titre d’exemple pour estimer l’ordre de grandeur, elle est basée sur les informations fournies par un des laboratoires préparateurs.

Premièrement, les 8 repiquages réglementaires sont facturés environ 100 € par souche. Ils ne seront réalisés que lors de la première commande pour chaque souche, car les laboratoires préparateurs en conservent un échantillon après repiquage.

Ensuite, plusieurs tarifs sont proposés en fonction de la facilité de culture de la bactérie. Par exemple, les conditions de cultures particulières nécessaires à la préparation d‘un autovaccin à base de mycoplasmes expliquent un coût supérieur. De plus, le tarif d’une dose de vaccin sera dégressif en fonction du volume total commandé. De même, une dégressivité s’applique par rapport au nombre de valences. Ainsi, le coût de revient d’un autovaccin préparé à partir de deux souches bactériennes sera inférieur à deux fois celui contenant une unique souche.

Globalement, le prix d’un autovaccin monovalent à destination de bovin va varier entre 2,50€ et 4,50€, et entre 1€ et 1,40€ pour les petits ruminants. Pour l’ensemble des ruminants, le prix d’un autovaccin préparé à partir de mycoplasmes sera légèrement supérieur. Cette estimation ne prend pas en compte les frais liés aux repiquages, au transport ainsi que d’éventuels frais de dossier.

La commande massive de vaccins en une seule fois pour un protocole réalisé sur plusieurs années est limitée par la durée avant péremption. Elle est fixée à un an en raison de l’activité enzymatique résiduelle qui pourrait dénaturer les protéines présentes. Ceci n’a pas fait l’objet d’études particulières pour les autovaccins et est calqué sur les travaux réalisés lors de la mise au point de vaccins avec AMM (111). 2. Estimation des délais

Lors de la première commande, les 8 repiquages réglementaires durent entre 2 et 4 semaines. La préparation de l’autovaccin s’étend sur 4 à 5 semaines en fonction de la facilité de culture de la souche. Il faut donc prévoir entre 6 semaines et 2 mois lors de la première commande entre la réception des souches isolées par le laboratoire préparateur et la libération des lots d’autovaccins. En cas de commandes ultérieures avec les mêmes souches bactériennes, le délai est réduit à 4 ou 5 semaines (111).

La durée nécessaire à la préparation des autovaccins peut être allongée pour des germes particuliers comme les mycoplasmes, ou encore lorsqu’un des auto-contrôles réalisés par le préparateur décèle une non-conformité.

La rigueur de constitution du dossier est essentielle pour ne pas allonger les délais d’obtention de l’autovaccin. Certains dossiers ont pris du retard lors d’ordonnances incomplètes ou d‘absence du formulaire Cerfa.

141

Lorsqu’une demande d’ajout à la liste espèce pathogène – espèce cible autorisée du préparateur ou de dérogation doit être formulée, les autorités sanitaires ont été décrites comme relativement réactives. Il faut tout de même compter un mois supplémentaire pour cette démarche (111).

Les délais de fabrication ont été appréciés différemment par les praticiens suivant la façon d’appréhender l’autovaccin. Lorsque l’objectif était d’apporter une solution à une situation évoluant depuis plusieurs années, les délais semblent être compatibles avec les attentes des différentes parties, de même, pour les affections néonatales ou du jeune, lorsque l’agent pathogène est isolé lors d’une saison de mise bas pour une utilisation de l’autovaccin lors de la saison suivante. Les délais de fabrication et de conservation de l’autovaccin ont été jugés adéquats. À l’inverse, lorsque l’autovaccin était envisagé pour endiguer une situation de crise émergente au sein d’un élevage, les délais ont été jugés contraignants par certains praticiens.

E. Analyse des solutions thérapeutiques disponibles

1. Cas général

Pour déterminer si le recours à un autovaccin est autorisé par la réglementation, le vétérinaire prescripteur doit mener l’analyse des solutions thérapeutiques prioritaires par rapport à l’autovaccin, comme le définit la cascade de prescription. Il peut certes prendre contact directement auprès d’un des laboratoires préparateurs. Néanmoins, le suivi d’une démarche simple détaillée par la suite permet d’obtenir la réponse souhaitée. La démarche est résumée dans la figure 27.

Question 1 : Existe-t-il un vaccin avec AMM commercialisé en France contre le même sérotype de l’agent pathogène pour l’espèce animale cible ?

L’ensemble des vaccins bactériens disposant d’une AMM en France au mois d’août 2019 a été regroupé dans le tableau XIV.

Lorsque le vaccin avec AMM est disponible, son utilisation est prioritaire par rapport à l’autovaccin. Dans le cas contraire, si l’indisponibilité du vaccin avec AMM est suffisamment longue, une demande de dérogation peut être adressée à l’Anses pour mettre au point un autovaccin à partir du germe concerné.

Question 2 : Existe-t-il un vaccin avec AMM commercialisé en Europe contre le même sérotype de l’agent pathogène pour l’espèce animale cible ?

En effet, comme le précise la cascade de prescription, l’utilisation d’un vaccin avec AMM dans un des états membres de l’UE est prioritaire par rapport à l’utilisation d’un autovaccin (84). Cependant, il n’existe pas, aujourd’hui, de base de données regroupant l’ensemble des vaccins avec AMM commercialisés dans au moins un des pays de l’UE. L’article 55 du nouveau règlement n°2019/6 prévoit sa mise en place (99). Il est donc actuellement très difficile pour le vétérinaire praticien de répondre à cette question. À titre d’exemple, certains praticiens ayant participé à l’enquête avaient eu recours avant l’autovaccin à des vaccins espagnols contenant soit une souche de Salmonella abortusovis soit diverses espèces de mycoplasmes.

142

Néanmoins, le vétérinaire peut consulter la liste des couples espèce pathogène – espèce animale cible autorisée pour au moins un des préparateurs d’autovaccins. Lorsque le couple d’intérêt y figure, cela signifie que l’Anses a déjà tranché par rapport à cette question et que la préparation d’un autovaccin est permise. Dans le cas contraire, il peut se renseigner directement auprès d’un des laboratoires préparateur ou effectuer une demande auprès des autorités sanitaires.

Lorsque l’analyse des spécialités thérapeutiques disponibles a mis en évidence un vaccin avec AMM commercialisé dans un des états membres, le praticien adresse une demande d’utilisation temporaire dument justifiée auprès de l’Anses avant de pouvoir réaliser l’importation.

Dans le cas contraire, le vétérinaire se posera la question suivante.

Question 3 : Est-ce que le couple d’intérêt est autorisé pour au moins un des préparateurs d’autovaccins ?

Lorsque c’est le cas, le praticien peut contacter directement un des laboratoires préparateurs pour la poursuite du processus. Si le laboratoire ne possède pas le couple d’intérêt, il peut en faire une demande d’ajout qui sera probablement acceptée.

Sinon, le vétérinaire contacte le préparateur de son choix qui pourra faire une demande d’ajout à sa liste de couples espèce pathogène – espèce animale cible auprès de l’Anses. Le délai de réponse estimé est de l’ordre de 4 semaines. 2. Cas particuliers

Plusieurs cas particuliers fréquemment rencontrés ne s’inscrivent pas dans le schéma classique.

- Comment procéder lorsqu’il existe un vaccin avec AMM pour un autre sérotype de l’espèce pathogène à destination de l’espèce animale cible ?

L’exemple type de cette situation est la mise au point d’un autovaccin à base d’Escherichia coli non typable avec les tests communément utilisés. Une demande de dérogation est nécessaire et devra être élaborée par un des laboratoires préparateurs auprès de l’Anses.

- Comment procéder lorsqu’il existe un vaccin avec AMM contre l’agent pathogène, mais à destination d’une autre espèce animale ?

Là encore, l’utilisation d’autovaccins est envisageable après évaluation de la situation par l’Anses. À titre d’exemple, le couple Escherichia coli – Caprins a été autorisé par l’Anses et figure sur la liste positive de l‘un des établissements préparateurs malgré l’existence d’un vaccin avec AMM à destination des bovins et ovins.

- Comment procéder lorsque le vaccin commercial a été employé conformément aux recommandations de sa RCP sans apporter de réponses satisfaisantes ?

Après exclusion des différentes causes d’échecs thérapeutiques apparents, le praticien doit dans un premier temps adresser une déclaration de pharmacovigilance pour rapporter l’inefficacité dans un cas précis du vaccin avec AMM. Dans un deuxième temps, une demande de dérogation pourra être adressée à l’Anses accompagnée des documents d’analyse attestant de l’action de l’agent pathogène malgré la vaccination antérieure.

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- Comment procéder lorsque 2 germes ont été isolés et qu’un des 2 est présent dans un vaccin avec AMM ?

Comme nous l’avons vu, un autovaccin peut être mis au point à partir de plusieurs germes. Théoriquement, le vétérinaire devrait prescrire d’une part le vaccin avec AMM disponible pour le premier germe et d’autre part un autovaccin élaboré à partir du second pathogène. Néanmoins, le vétérinaire prescripteur peut solliciter une dérogation auprès de l’Anses. Elle jugera du bien-fondé de sa requête.

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Figure 27 : Arbre décisionnel pour vérifier la possibilité ou non de réalisation d’un autovaccin

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F. De la réalisation des prélèvements à l’isolement bactérien

1. Prélèvements

a. Matrices autorisées

L’arrêté 14 novembre 2016 relatif à la préparation des autovaccins à usage vétérinaire destinés aux ruminants fixe les matrices à partir desquelles les prélèvements peuvent être réalisés (89) (Tableau XXIV).

Tableau XXIV : Matrices autorisées pour la réalisation du prélèvement en vue de produire un autovaccin en fonction de l'espèce animale de destination

Espèce de destination de l’autovaccin

Matrice Bovins Ovins et Caprins

Des animaux de Système nerveux central Des animaux de moins de 3 mois moins de 12 mois

Lait X X

Sang X X

Urine X X

Fèces X X

Seulement si l’individu prélevé est génotypé résistant aux Poumon X ESST

Liquide broncho- Seulement si l’individu prélevé est génotypé résistant aux X alvéolaire ESST

Seulement si l’individu prélevé est génotypé résistant aux Pus X ESST

Seulement si l’individu prélevé est génotypé résistant aux Placenta X ESST

Seulement si l’individu prélevé est génotypé résistant aux Liquide articulaire X ESST

Seulement si l’individu prélevé est génotypé résistant aux Foie X ESST

Seulement si l’individu prélevé est génotypé résistant aux Rate X ESST

Seulement si l’individu prélevé est génotypé résistant aux Nœuds lymphatiques X ESST

Seulement si l’individu prélevé est génotypé résistant aux Intestins X ESST

Seulement si l’individu prélevé est génotypé résistant aux Ecouvillon lacrymal X ESST

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b. Cas particulier du génotypage des petits ruminants

Comme nous l’avons vu précédemment, certains allèles du gène PNRP ont été reconnus comme proférant une résistance majeure aux ESST. Il s’agit de l’homozygotie ou de l’hétérozygotie ARR des codons 136, 154 et 171 du gène PNRP pour les ovins et de l’allèle K222 du gène PNRP pour les caprins.

Ce génotypage s’effectue à partir d’un échantillon sanguin conservé dans un tube EDTA. Pour les ovins, cette analyse est effectuée par un grand nombre de laboratoires vétérinaires. Pour les caprins, il semblerait que seul un laboratoire (Labogena) propose cette analyse en France. Son coût est d’environ une vingtaine d’euros hors taxes (HT). Pour les ovins, le résultat de l’analyse peut être obtenu après un délai de 48 heures, pour les caprins le délai est estimé à une dizaine de jours.

Chez les ovins, le plan national d’amélioration génétique pour la résistance à la tremblante a permis depuis 2001 une augmentation sensible de la fréquence de l’allèle ARR au sein de la population ovine. En 2015, la fréquence de l’allèle ARR parmi les mâles reproducteurs était estimée à plus de 90 % pour la quasi-totalité des races ovines allaitantes et à plus de 80 % pour les races laitières. Dans certaines races, ces fréquences dépassent 95 % (148).

La filière caprine n’a pas mis en place des efforts de sélection de cette ampleur. Ainsi, en France, chez les mâles reproducteurs, la fréquence de l’allèle K222 a été estimée à 7,4 % pour la race Alpine, 4,9 % pour la race Saanen, 9,4 % pour la race Corse et 3,4 % pour la race Poitevine (149).

Au vu de la fréquence des allèles d’intérêt, il semble envisageable chez les ovins d’effectuer le prélèvement nécessaire à l’isolement bactérien ainsi que le prélèvement destiné au génotypage le même jour, d’autant plus lorsque l’ovin prélevé est issu d’une race où les efforts de sélection ont été les plus conséquents.

Chez les caprins, il n’est donc pas conseillé d’effectuer ces deux prélèvements d’office. Trois cas de figure sont envisageables. Soit le prélèvement destiné à isoler le ou les agents pathogènes est réalisé une fois le résultat du génotypage connu. Cette stratégie n’est pas réalisable dans certains cas (symptômes aigus ou évolution rapide), elle peut aboutir à la réalisation de prélèvements multiples, engendrant des coûts et délais importants. Le vétérinaire prescripteur peut aussi se limiter aux matrices autorisées dans le cas général lorsqu’elles sont pertinentes pour l’affection en question. Enfin, il peut réaliser les prises de sang, les conserver et ne les faire analyser que pour les animaux ayant fait l’objet d’un isolement bactérien intéressant.

c. Pertinence de la matrice à prélever

Le vétérinaire prescripteur a l’obligation de réaliser lui-même le prélèvement. Afin d’isoler l’organisme pathogène responsable des symptômes, les prélèvements doivent être réalisés à partir d’organes cibles de l’affection et conformes à la réglementation. Il est donc conseillé par exemple, de réaliser un prélèvement de lait ou de tissu mammaire en cas de mammites, ou de poumon en cas de pneumonie (87).

d. Individu à prélever

Il est conseillé d’effectuer le prélèvement après réalisation du diagnostic clinique sur un individu malade présentant des signes cliniques représentatifs de l’affection au sein de l’élevage et n’ayant pas reçu de traitement antibiotique dernièrement. Si possible, l’animal sera vivant ou préalablement euthanasié si la nature du prélèvement nécessite sa mise à mort. En effet, le choix d’un individu déjà mort augmente le risque d’isoler une bactérie responsable de putréfaction. Le prélèvement pourra également être réalisé au sein du laboratoire vétérinaire de bactériologie, notamment lorsque l’animal entier y aura été adressé pour une autopsie (87).

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Le choix d’un animal en phase aiguë de la maladie est également recommandé. Il est aussi évident que le prélèvement doit être réalisé dans les meilleures conditions de stérilité possibles pour éviter d’éventuelles contaminations bactériennes (111).

Pour les ruminants, avant la réalisation du prélèvement, le vétérinaire prescripteur doit s’assurer que l’animal n’a pas présenté avant sa mort ou ne présente pas de signes neurologiques non imputables de façon certaine à une autre étiologie qu’une ESST. En pratique, le vétérinaire prescripteur n’a pas obligation de fournir une preuve l’attestant. Cependant, en cas de problèmes ultérieurs il devra être en mesure de prouver le respect des instructions. Concrètement, en cas de symptômes neurologiques, une cause bactérienne doit être recherchée même si elle n’exclut pas pour autant une maladie à prion. Un prélèvement de LCR ou l’isolement de bactéries sur encéphale ont été réalisés dans au moins 3 cas préalablement à la production d’autovaccins. 2. Envoi au laboratoire

Le prélèvement doit ensuite être envoyé dans les plus brefs délais au laboratoire qui réalisera l’isolement. De préférence, l’acheminement se fera en début de semaine par un transporteur rapide pour bénéficier de plusieurs jours ouvrables consécutifs favorisant une prise en charge optimale. Lorsque la volonté de mettre au point un autovaccin est déjà connue, le laboratoire préparateur d’autovaccin peut réaliser lui-même l’isolement bactérien. Néanmoins, tous ne proposent pas ce service. Ainsi, si cette dernière option est choisie, il convient de communiquer avec le laboratoire concerné pour s’assurer de la possibilité d’une telle procédure. Les règles classiques de transport de matières biologiques de catégories B définies par l’instruction P650 de l’ADR s’appliquent. Le prélèvement doit être acheminé dans un triple emballage constitué de 2 emballages intérieurs individuels primaires étanches (Figure 28). Un absorbant doit être ajouté entre le récipient primaire et l’emballage secondaire en quantité suffisante pour absorber, si nécessaire, la totalité du liquide issu des prélèvements. Un emballage extérieur suffisamment robuste doit contenir l’ensemble et présenter la mention « UN 3373 » dans un losange orthogonal d’au moins 5 cm de côté et de couleur contrastée. Enfin, la mention « Matière biologique de catégorie B » écrit en caractère d’au moins 6 mm de haut ainsi que le nom, l’adresse et le numéro de téléphone du responsable de l’expédition doivent figurer sur l’emballage extérieur (150).

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Figure 28 : Emballages réglementaires pour l’envoi de matières biologiques de catégorie B

Ces règles sont destinées à protéger les manipulateurs d’éventuelles contaminations, elles ne sont pas destinées à garantir une conservation optimale du prélèvement. Ainsi, lorsque des analyses antérieures ou le diagnostic clinique permettent de suspecter une bactérie particulière, il est préférable de contacter le laboratoire destinataire pour définir les conditions d’acheminent. De manière générale, l’envoi sera réalisé sous couvert de froid. Lorsque le prélèvement est réalisé par écouvillon, des milieux de transport spécifiques comme le milieu Amies gel charbon favorisent sa conservation (150).

Le choix de la matrice à prélever pourra également faire l’objet de discussions entre le laboratoire bactériologique et le vétérinaire praticien.

Les commémoratifs ainsi que l’identification de l’animal prélevé et de l’élevage doivent accompagner le prélèvement. Lorsque la préparation d’un autovaccin est probable, le vétérinaire prescripteur doit en informer le laboratoire réalisant l’isolement afin que ce dernier conserve dans de bonnes conditions suffisamment longtemps la ou les souches isolées après communication des résultats (111). 3. Caractérisation de l’isolement et identification bactérienne

Même si rien n’interdit de réaliser l’isolement et l’identification bactérienne à la clinique, cette procédure est relativement complexe à mettre en place et déconseillée par les laboratoires préparateurs (111).

Au sein du laboratoire d’isolement, l’identification bactérienne permet généralement de déterminer l’espèce et le genre des agents pathogènes en question. Lorsqu’ils sont disponibles en routine, la détermination du sérotype ainsi que l’identification des facteurs de virulence sont déterminantes pour avoir recours à l’autovaccin. En effet, lorsqu’un vaccin avec AMM est disponible pour la même espèce bactérienne, la caractérisation d’un sérotype différent de celui contenu dans la préparation commerciale peut permettre d’obtenir une dérogation et de mettre au point l’autovaccin souhaité.

Une fois les résultats de l’identification bactérienne connus, le vétérinaire prescripteur est seul juge du lien entre la bactérie isolée et la maladie ciblée. L’identification bactérienne réalisée au laboratoire et la suspicion clinique du vétérinaire prescripteur doivent se supporter mutuellement avant le lancement de la production d’un autovaccin.

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La répétition des isolements est toujours préférable. En effet, le vétérinaire praticien doit s’assurer de la constance de la souche bactérienne responsable. La similitude des sérotypes, des facteurs de virulence, des profils de sensibilité aux antibiotiques ou encore de signes cliniques typiques entre les différents prélèvements réalisés est un indicateur certes imparfait, mais qui laisse préjuger de l’implication du même agent pathogène. Dans certains cas, l’absence de tests communément disponibles peut justifier le recours à des techniques plus poussées pour démontrer la proximité génétique comme la PCR, le MALDI-TOF ou l’électrophorèse en champ pulsé (96, 111).

Lorsque le germe identifié est un germe atypique ou non connu comme étant communément responsable des symptômes présents, la réalisation d’un second prélèvement ou le recours aux techniques d’identification plus pointues sont vivement conseillés. Le danger est d’isoler une bactérie sans lien avec l’affection visée.

En cas de prélèvement contaminé, il est recommandé de réitérer l’isolement. 4. Rédaction des documents officiels Cerfa N°15696*01 et ordonnance de prescription

Une fois que la décision d’avoir recours à un autovaccin est actée, le vétérinaire a l’obligation de remplir le formulaire Cerfa N°15696*01 (cf. Annexe 1). Il indique l’identité de l’animal prélevé, de l’élevage ainsi que la matrice de prélèvement. Ce document fera foi vis-à-vis du risque de transmission des ESST. En effet, le vétérinaire précise que l’animal a été génotypé résistant aux ESST (lorsque c’est le cas) ainsi que l’absence de signe neurologique non imputable à une autre étiologie qu’une ESST. En pratique, il ne se sera pas demandé d’autres justificatifs. Cependant, en cas de problèmes ultérieurs, le vétérinaire prescripteur doit pouvoir justifier des analyses effectuées.

La réglementation précise que l’original du document ainsi rédigé doit accompagner le prélèvement. Lorsque la volonté de réaliser un autovaccin est connue dès le commencement de la procédure, il sera joint au prélèvement destiné à l’isolement bactérien. Dans le cas contraire, il sera transmis au laboratoire avant la poursuite du processus. Le vétérinaire prescripteur en conserve une copie 5 ans. Une dernière copie est ajoutée au registre d’élevage de l’éleveur et conservée 5 ans (87).

Le vétérinaire prescripteur rédige également à ce stade une ordonnance nécessaire à la préparation des autovaccins. Les informations devant y figurer ont été présentées précédemment. Un exemple fictif (cf. Annexe 2) les reprend. Une copie devra être conservée 10 ans par le vétérinaire prescripteur et 5 ans par les éleveurs dans leur registre d’élevage. Un dernier exemplaire devra accompagner les souches bactériennes isolées (87). G. Les paramètres à fixer par le vétérinaire prescripteur pour la préparation de l’autovaccin

1. Choix des flaconnages

C’est au vétérinaire prescripteur, en collaboration avec le laboratoire préparateur, de préciser le volume des flacons de solution vaccinale souhaité parmi ceux proposés par le laboratoire. Suivant le préparateur contacté, des flacons de 10, 20, 50, 100, 250 et 500 mL peuvent être disponibles. De même, c’est le vétérinaire prescripteur qui fixe le volume d’autovaccin à injecter pour chaque animal. Néanmoins, les volumes de 1 mL pour les petits ruminants et de 2 mL pour les bovins sont communément injectés (111).

Compte tenu de la durée d’utilisation réglementaire du flacon après ouverture variant de quelques heures à 12 heures, il convient de prévoir au moins un flacon différent pour chaque séance de vaccination. Lorsque l’ensemble des animaux est vacciné le même jour, le calcul du volume de solution souhaité est relativement

150 simple. Dans certains cas, le schéma vaccinal n’est pas compatible avec cette procédure, comme la vaccination d’individus au tarissement lorsqu’ils sont étalés sur l’année. Bien que cette pratique soit déconseillée, si le manipulateur réutilise le même flacon pour plusieurs sessions de vaccinations, toutes les précautions en matière d’hygiène doivent être prises pour éviter les contaminations de l’autovaccin et limiter sa dégradation. Pour ponctionner le flacon d’autovaccins, des aiguilles à usage unique doivent être utilisées et le bouchon en caoutchouc désinfecté entre chaque ponction afin de ne pas introduire de contaminants dans la solution vaccinale. De plus, les flacons doivent être conservés entre +2 et +8°C (141).

Lorsque le nombre d’individus à vacciner le permet, un flacon du plus petit volume possible (10 mL) peut être commandé pour procéder à de premières injections tests. 2. Choix de la composition du vaccin

La composition de l’autovaccin est, dans la limite des substances autorisées pour chaque préparateur, à la discrétion du vétérinaire praticien. La concentration en bactéries ainsi que le choix de l’adjuvant sont deux paramètres fondamentaux pour l’action de l’autovaccin que le vétérinaire praticien peut fixer. Il pourra dialoguer avec des personnes compétentes en immunologie au sein des laboratoires préparateurs pour le guider dans son choix.

La concentration en bactéries de la solution ne doit pas obligatoirement figurer sur l’ordonnance de prescription. Si le vétérinaire praticien prescrit une concentration particulière, elle devra être permise par les techniques de préparation.

À l’inverse, la nature de l’adjuvant doit être précisée sur l’ordonnance de prescription. Le choix de l’adjuvant pourra être effectué entre les différents composants autorisés pour chaque laboratoire. Comme présenté précédemment, la nature de l’adjuvant employé est susceptible d’influencer fortement qualitativement et quantitativement la réponse immunitaire engendrée ainsi que les effets secondaires attendus (81).

De nombreuses études sont nécessaires pour déterminer dans chaque cas, la composition optimale de l’autovaccin. Ces études ne sont pas réalisables dans le cadre des autovaccins en raison du coût, des délais et de la diversité des souches bactériennes concernées (81). Néanmoins, les études préliminaires menées par chacun des fabricants ainsi que leur expérience pourront orienter le vétérinaire prescripteur vers la meilleure combinaison apparente. 3. Choix du schéma vaccinal

Le schéma vaccinal habituellement recommandé pour un autovaccin consiste en une double administration avec un intervalle de 3 à 6 semaines entre les injections (48, 87). Ces recommandations ont, semble-t-il, été suivies par la quasi-totalité des utilisateurs d’autovaccins. Un unique exemple se distingue avec une seule injection réalisée en raison de la faible durée de vie des animaux dans ce type de production (5 semaines).

Néanmoins, une nouvelle fois la décision en revient pleinement au vétérinaire qui peut prescrire le schéma vaccinal de son choix.

Le laboratoire partenaire préconise d’effectuer un rappel annuel pour l’ensemble des autovaccins ainsi produits. Néanmoins, chez les ruminants, aucune étude n’avait encore été réalisée par le laboratoire partenaire pour déterminer la durée de la protection vaccinale engendrée par un autovaccin. De plus, même si une expérience de ce type était réalisée, les conclusions ne pourraient pas être étendues aux autres couples espèce pathogène – espèce animale cible ni même à un autre adjuvant. Ainsi, les recommandations sont donc en partie calquées sur les préparations avec AMM de nature similaire (111).

151

4. Choix de la voie d’injection

Le choix de la voie d’injection est principalement déterminé par les propriétés de l’adjuvant utilisé. En fonction d’études réalisées en interne et de leurs expériences cumulées au fur et à mesure des années, les laboratoires préparateurs préconisent certaines voies. Comme le montrent les résultats de l’enquête, le laboratoire partenaire privilégie actuellement la voie sous-cutanée (111). H. Précautions de conservation et d’injection

Les préparateurs d’autovaccins n’ont ni l’obligation, ni les moyens, d’assurer l’innocuité de chaque produit fini. Ainsi, des effets indésirables sont susceptibles de se produire. Bien que des facteurs favorisants liés à l’autovaccin aient été identifiés (comme l’utilisation d’un adjuvant huileux), les conditions d’administration demeurent déterminantes. Ainsi, les différents préparateurs ont établi des recommandations à destination des vétérinaires et éleveurs pour minimiser la survenue de réactions vaccinales (140, 141).

1. Conservation et délivrance des autovaccins

Les flacons d’autovaccins sont livrés sous couvert de froid au vétérinaire prescripteur, par un transporteur affrété par le laboratoire préparateur. Ils sont à conserver au réfrigérateur entre +2 et +8°C à l’abri de la lumière. Leur durée maximale de conservation est généralement fixée à 1 an. Les préparateurs attirent l’attention des administrateurs au respect de la chaîne du froid, notamment dans les véhicules. L’utilisation de dispositifs réfrigérants ou à défaut isothermes est recommandée (111). Le vétérinaire prescripteur pourra réaliser lui-même les injections vaccinales ou délivrer la préparation à l’éleveur. Dans les deux cas, il remet à l’éleveur le troisième exemplaire de l’ordonnance de prescription. Enfin, le recours à l’autovaccin ainsi que le schéma vaccinal mis en place devra être mentionné lors du BSE annuel (87).

2. Préparation du vaccin

La solution vaccinale doit être progressivement réchauffée avant injection. Premièrement, il est conseillé de la remettre à température ambiante en la sortant du réfrigérateur au moins 12 heures avant son utilisation. Un des préparateurs recommande de la placer dans un second temps au bain-marie à 35°C pendant 30 minutes. La solution sera fluidifiée, plus aisée à injecter et entraînera une douleur moindre lors de son injection. Le manipulateur veillera aussi à agiter le flacon afin d’homogénéiser la solution (141).

3. Injection

Suivant les préparateurs les conditions d’injections préconisées diffèrent très légèrement. Ainsi pour un laboratoire, l’utilisation de matériel stérile et d’aiguilles à usage unique changées entre chaque animal est vivement recommandée afin d’assurer l’asepsie de l’injection. Un autre admet l’utilisation de seringues à usage multiples à condition qu’elles soient nettoyées sans traces de désinfectant et en parfait état de marche. L’utilisation de pistons en élastomères à base de caoutchouc naturel ou de dérivés du butyle est déconseillée (140, 141).

Les aiguilles doivent être de taille adaptée en fonction de l’espèce à vacciner, de la voie d’administration et de l’âge au moment de la vaccination. La zone du point d’injection devra être choisie afin de limiter au maximum les risques liés à une manifestation locale (107).

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Le schéma vaccinal établi par le vétérinaire prescripteur comprenant la voie d’administration, le volume de solution ainsi que la fréquence des injections doit être respecté. Les animaux doivent être présentés au vaccinateur dans le calme en réduisant au maximum les manipulations afin de limiter leur stress. La cadence ne doit pas être trop élevée afin de délivrer correctement et entièrement la dose de vaccin. La contention des animaux doit permettre une intervention sans risques pour les opérateurs. Il est également déconseillé de mélanger l’autovaccin à d’autres produits avant de procéder à l’injection. Enfin, l’opérateur veillera régulièrement à vérifier la concordance entre le volume de solution réellement consommé avec celui calculé à partir du nombre d’individus vaccinés (141).

4. Réalisation d’un test d’innocuité sur quelques individus

Les préparateurs préconisent de vacciner uniquement des animaux en bonne santé. Ils conseillent de les placer à jeun au moins 12 heures avant la vaccination. Afin de s’assurer de l’innocuité du vaccin, l’injection préalable de la solution à quelques individus représentatifs des individus à vacciner est recommandée. Ces individus devront être en bon état général, du même âge et du même statut physiologique que l’ensemble des animaux à vacciner. Ces sujets seront suivis entre 24 et 48 heures pour s’assurer de l’absence de réactions vaccinales locales ou générales (140, 141).

La vaccination d’individus tests pose un problème pratique pour l’administrateur. En effet, les autovaccins sont principalement livrés en conditionnement de plusieurs dizaines de mL. Il est donc nécessaire d’ouvrir un premier flacon pour réaliser ces tests. Or, les préparateurs conseillent d’utiliser les flacons dans un délai variant de quelques heures à maximum 12 heures après leur ouverture. Ce délai de conservation n’est, en théorie, pas compatible avec le délai de surveillance des individus vaccinés. Néanmoins, ce délai correspond à la durée pendant laquelle la croissance d’un inoculum donné de micro-organismes contaminants est inhibée par les résidus d’inactivateurs présents dans la solution vaccinale. Ainsi, si le conditionnement ne rend pas réalisable l’utilisation d’un flacon dans son intégralité pour le test, le manipulateur devra s’entourer de toutes les précautions nécessaires pour ne pas introduire de contaminants dans le reste de la solution (111).

Lorsque la survenue d’un choc est particulièrement à redouter, un laboratoire recommande l’utilisation de médications antichocs préventives. Il évoque également le recours aux injections fractionnées. Cela consiste à injecter dans un premier temps 1/10 de la dose prescrite puis de compléter avec une seconde injection 4 à 5 heures plus tard. De telles mesures doivent faire l’objet de discussions éclairées entre l’éleveur, le vétérinaire prescripteur et le laboratoire préparateur (140). I. Gestion de l’utilisation d’autovaccins dans la durée

Lorsque l’autovaccination engendre des résultats jugés satisfaisants, son utilisation peut être envisagée sur plusieurs années. Le renouvellement de la prescription est possible sur simple ordonnance adressée au laboratoire préparateur. En effet, ces derniers conservent un lot de la bactérie surgelée afin de répondre rapidement à un renouvellement de l’autovaccin. Pour l’instant, les 2 laboratoires préparateurs d’autovaccins à destination des ruminants conservent ces échantillons pour une durée indéterminée. Néanmoins, le rapport coût / bénéfice de la poursuite de l’autovaccination doit être régulièrement réévalué avec l’éleveur. D’après les réponses obtenues à travers l’enquête, la poursuite de l’utilisation de l’autovaccin dépend notamment de l’évaluation des résultats faite par l’éleveur, de sa motivation, ainsi que de la situation économique de l’élevage. Nous avons pu constater que dans plusieurs élevages, des résultats jugés comme satisfaisants par le vétérinaire prescripteur ne garantissaient pas la poursuite de la vaccination. Dans d’autres cas, l’identification de sources de contamination de l’élevage ou la circulation d’autres agents pathogènes comme le virus de la BVD ont été jugés responsables des troubles survenus et ont mené à l’abandon de l’autovaccin.

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Le vétérinaire prescripteur pourra utiliser le bilan sanitaire d’élevage pour réévaluer annuellement l’intérêt de l’autovaccination.

Lors d’autovaccination sur plusieurs années, il est conseillé de réaliser de nouveaux isolements au moins tous les 5 ans pour s’assurer de la présence de la souche bactérienne à partir de laquelle a été réalisé l’autovaccin (87). En effet, comme le suggère l’étude réalisée par Nawrotek et al., l’autovaccin peut entraîner des changements phénotypiques des bactéries. Dans le cadre de mammites subcliniques à S. aureus, ils ont observé la présence de nombreux nouveaux biotypes, 35 jours après la première injection vaccinale. Les auteurs excluent la possibilité d’une infection par un autre agent pathogène et concluent à des changements survenus à partir des agents pathogènes initialement présents. L’absence de groupes témoin au sein de cette étude est à déplorer (151). En pratique, le suivi de cette recommandation est complexe lorsque l’élevage en question ne présente plus de cas cliniques. Il doit surtout être réalisé lorsque l’efficacité de l’autovaccin semble diminuer au fil des ans. En effet, sous l’effet de la pression vaccinale, les bactéries ont pu muter et certains de leurs antigènes varier. Dans ce cas, la mise au point d’un nouvel autovaccin est recommandée. Le vétérinaire prescripteur devra décider d’ajouter une valence vaccinale au précédent autovaccin ou d’abandonner la précédente valence pour la remplacer par la nouvelle bactérie isolée. À notre connaissance, ce cas de figure n’a pas encore été rencontré depuis la réautorisation des autovaccins à destination des ruminants.

Néanmoins, pour 2 élevages, un premier autovaccin n’a, semble-t-il, pas donné satisfaction suite à son utilisation en élevage. Le vétérinaire prescripteur a ensuite isolé dans les 2 cas une nouvelle bactérie d’espèce différente. Le choix de mettre au point un nouvel autovaccin en rajoutant la nouvelle bactérie à la valence précédente a été privilégié dans les 2 cas.

Lorsque la situation épidémiologique de l’élevage s’est améliorée, le vétérinaire devra évaluer l’intérêt de poursuivre sur plus long terme l’utilisation d’autovaccins (87). J. Effets secondaires et responsabilité du vétérinaire

Le laboratoire préparateur a une obligation de moyens et non de résultats comme c’est le cas pour un vaccin avec AMM. En d’autres termes, il doit être en mesure de prouver qu’il a respecté au cours de chacune des étapes de préparation les Bonnes Pratiques de Préparation.

Ainsi, l’efficacité et l’innocuité du produit ne sont pas garanties. Dès lors, il convient de respecter scrupuleusement les précautions d’utilisation que nous avons détaillées précédemment et que le vétérinaire pourra retrouver dans la notice accompagnant l’autovaccin.

En cas d’accidents ou d’effets indésirables graves, la responsabilité d’une des parties peut être engagée. Le vétérinaire prescripteur est responsable des conséquences de sa prescription sans pour autant assumer d’éventuels défauts relevant du préparateur (87). Ses responsabilités civile et ordinale peuvent être engagées.

La rédaction d’un document établissant le consentement éclairé de l’éleveur, l’informant des risques de réactions vaccinales et des risques d’absence d’efficacité peut être envisagée. Néanmoins, sa validité dans le cadre de l’utilisation d’autovaccins n’a pas été éprouvée par un précédent contentieux (113).

En cas d’effet indésirable grave présumé ou de tout effet indésirable sur l’homme, le vétérinaire doit classiquement effectuer une déclaration de pharmacovigilance auprès de l’Anses. Dans le cadre des autovaccins, le vétérinaire a également l’obligation d’en informer le laboratoire préparateur (CSP art R.5141- 105-1).

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K. En cas d’auto-injection accidentelle

L’auto-injection accidentelle d’un autovaccin peut causer une intense réaction inflammatoire en raison notamment des adjuvants utilisés. Ce risque est néanmoins similaire à celui posé par l’auto-injection d‘un vaccin avec AMM. L’auto-injection doit faire l’objet d’une déclaration de pharmacovigilance.

Entre novembre 2014 et fin juin 2019, 34 signalements d’auto-injection d’autovaccins (à destination de toutes espèces animales confondues) ont été adressés à l’Anses (109). Vingt-huit d’entre eux ont été jugés probables, 4 possibles et 2 non concluants. Ils se caractérisent très majoritairement par une réaction inflammatoire localisée au point d’injection (érythème, douleur et œdème). La formation d’un hématome et de saignements est également rapportée. Plus rarement, la nécrose des tissus au point d’injection et de l’hyperthermie sont aussi signalées. Enfin, 2 cas de gonflements articulaires sont également signalés, sans que la nature intra- articulaire ou non de l’injection ne soit précisée. Les symptômes sont apparus pour la grande majorité dans les minutes à 2 ou 3 heures après l’injection. De rares signalements font état de signes cliniques plus tardivement dans les 24 premières heures.

Les préparateurs d’autovaccins précisent, sur la notice accompagnant les flacons, les mesures à prendre immédiatement en cas d’auto-injections. Des informations y sont également précisées à destination du médecin généraliste qui doit être consulté dans les plus brefs délais (140, 141).

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CONCLUSION

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137. MAGAS, V., VAKANJAC, S., PAVLOVIC, V., VELEBIT, B., MIRILOVIC, M., MALETIC, M., DJURIC, M. et NEDIC, S. Efficiency evaluation of a bivalent vaccine in the prophylaxis of mastitis in cows. Acta veterinaria. 2013. Vol. 63, n° 5‑6, pp. 525‑536.

138. AGNONE, A., LA MANNA, M. P., LORIA, G. R., PULEIO, R., VILLARI, S., NICHOLAS, R. A. J., GUGGINO, G. et SIRECI, G. Timing of activation of CD4+ memory cells as a possible marker to establish the efficacy of vaccines against contagious agalactia in sheep. Veterinary Immunology and Immunopathology. 2013. Vol. 152, n° 3‑4, pp. 252‑259.

139. MAILLARD, R. Conduite à tenir face à des echecs vaccinaux : gestion technique. Le Nouveau Praticien Vétérinaire élevages et santé Hors-série Vaccins et vaccination. 2008. Vol. 3, pp. 35‑39.

140. BIOVAC. Mode d’emploi des autovaccins [en ligne]. 2019. Disponible à l’adresse : https://www.biovac.ceva.com/Media/Ceva-Biovac/Files/Autovaccins/Notice-Generale

141. FILAVIE. Mode d’emploi des autovaccins (Communication personnelle). 2019.

142. EPRUMA. Guide de bonnes pratiques pour l’utilisation de vaccins chez les animaux. [en ligne]. 2019. Disponible à l’adresse : https://www.epruma.eu/wp-content/uploads/2019/04/Best-practice-framework-on- vaccines_23-APRIL-2019.pdf

143. CHUKIATSIRI, K., SASIPREEYAJAN, J., NERAMITMANSUK, W. et CHANSIRIPORNCHAI, N. Efficacy of Autogenous Killed Vaccine of Avibacterium paragallinarum. Avian Diseases. 2009. Vol. 53, n° 3, pp. 382‑386.

144. CORTESE, V. S., SEEGER, J. T., STOKKA, G. S., HUNSAKER, B. D., LARDY, G. P., WEIGEL, D. J. et BRUMBAUGH, G. W. Serologic response to Mannheimia haemolytica in calves concurrently inoculated with inactivated or modified-live preparations of M haemolytica and viral combination vaccines containing modified-live bovine herpesvirus type 1. American Journal of Veterinary Research. 2011. Vol. 72, n° 11, pp. 1541‑1549.

168

145. MEYER, G. Vaccination des bovins: apports dans la prévention et perspectives d’amélioration. In : Journées Nationales des Groupements Techniques Vétérinaires : la prévention, approches opérationnelles. Nantes, 2013.

146. WIEDERMANN, U., GARNER-SPITZER, E. et WAGNER, A. Primary vaccine failure to routine vaccines: Why and what to do? Human Vaccines & Immunotherapeutics. 2016. Vol. 12, n° 1, pp. 239‑243.

147. DI PAOLO, A., FORTI, K., ANZALONE, L., CORNELI, S., PELLEGRINI, M., SEVERI, G. et CAGIOLA, M. First evaluation of endotoxins in veterinary autogenous vaccines produced in Italy by LAL assay. Biologicals. 2018. Vol. 55, pp. 71‑73.

148. TORTEREAU, F; Conséquences de la sélection pour la résistance à la tremblante sur la diversité génétique du génome ovin. Séminaire Ressources Génétiques Animales. Paris. 2016.

149. EFSA PANEL ON BIOLOGICAL HAZARDS (BIOHAZ), RICCI, A., ALLENDE, A., BOLTON, D., CHEMALY, M., DAVIES, R., FERNÁNDEZ ESCÁMEZ, P., GIRONÉS, R., HERMAN, L., KOUTSOUMANIS, K., LINDQVIST, R., NØRRUNG, B., ROBERTSON, L., RU, G., SANAA, M., SKANDAMIS, P., SPEYBROECK, N., SIMMONS, M., KUILE, B. T., THRELFALL, J., WAHLSTRÖM, H., ACUTIS, P-L., ANDREOLETTI, O., GOLDMANN, W., LANGEVELD, J., WINDIG, J. J., ORTIZ PELAEZ, A. et SNARY, E. Genetic resistance to transmissible spongiform encephalopathies (TSE) in goats. European Food Safety Journal. 2017. Vol. 15, n° 8.

150. LVD 69. Informations pratiques. Laboratoire Vétérinaire Départemental du Rhône (LVD69) [en ligne]. 2018. Disponible à l’adresse : http://www.vetagro-sup.fr/wp- content/uploads/2019/03/F_ANA_54_INFORMATIONS_PRATIQ-V07.pdf

151. NAWROTEK, P., CZERNOMYSY-FUROWICZ, D., BORKOWSKI, J., FIJAŁKOWSKI, K et POBUCEWICZ, A. The effect of auto-vaccination therapy on the phenotypic variation of one clonal type of Staphylococcus aureus isolated from cows with mastitis. Veterinary Microbiology. 2012. N° 155, pp. 434‑437.

169

170

ANNEXES

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172

Annexe 2 : Modèle d’ordonnance contenant les informations réglementaires nécessaires à la prescription d‘un autovaccin à destination de ruminants

RCP BESSON MARTIN Docteur Jerôme MARTIN Clinique vétérinaire de la hutte VETERINAIRE 1 rue du fossé N° d’ordre 77777 62600 Berck sur Mer

Le 01/01/19 Pour EARL des ruisseaux 4 rue du pré 62600 Berck sur mer

• Pour des bovins

• Souche Escherichia coli isolée par le laboratoire X (Analyse 000001 en annexe)

• Nombre de doses 200 réparties en 4 flacons de 50 doses

• 2mL par dose

• Administration sous-cutanée

• Adjuvant : Hydroxyde d’aluminium

• 2 injections à 4 semaines d’intervalle

Tampon et Signature

173

Annexe 3 : Bilan des agents pathogènes autorisés par espèce animale de destination en août 2019 (109)

Acinetobacter spp Actinomyces spp Aerococcus viridans Bacillus spp Branhamella spp Enterobacter spp Enterococcus spp Chien Escherichia coli Klebsiella spp Mycoplasma spp Pasteurella multocida Proteus spp Pseudomonas spp Staphylococcus spp Streptococcus spp

Acinetobacter spp Actinomyces spp Aerococcus viridans Bacillus spp Branhamella spp Enterobacter spp Enterococcus spp Chat Escherichia coli Klebsiella spp Mycoplasma spp Pasteurella multocida Proteus spp Staphylococcus spp Streptococcus spp

Aeromonas spp Carnobacterium spp Edwardsiella spp Flavobacterium spp Bar moucheté (Dicentrarchus punctatus) Flexibacter spp Dorade (Chrysophrys aurata) Lactococcus garvieae Listeria monocytogenes Esturgeon (Acipenser spp) Mycobacterium marinum Perche (Perca fluviatilis) Myxobacteria spp Pasteurella piscicida Providencia spp Pseudomonas spp Renibacterium spp Streptococcus spp Vagococcus spp

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Vibrio spp Yersinia spp

Bar moucheté (Dicentrarchus labrax) Listonella spp Dorade (Sparus aurata)

Aeromonas spp Carnobacterium spp Edwardsiella spp Erysipelothrix rhusiopathiae Flavobacterium spp Flexibacter spp Lactococcus garvieae Listeria monocytogenes Mycobacterium marinum Turbot (Psetta maxima) Myxobacteria spp Pasteurella piscicida Providencia spp Pseudomonas spp Renibacterium salmoninarum Streptococcus spp sauf Streptococcus parauberis Vagococcus spp Vibrio spp Yersinia spp

Edwardsiella spp Turbot (Scophtalmus maximus) Listonella spp

Aeromonas spp Carnobacterium spp Edwardsiella spp Erysipelothrix rhusiopathiae Flavobacterium spp Flexibacter maritimus Lactococcus garvieae Listeria monocytogenes Mycobacterium marinum Saumon, Truite (Salmo spp) Myxobacteria spp Pasteurella piscicida Providencia spp Pseudomonas spp Renibacterium spp Streptococcus spp Vagococcus spp Vibrio spp sauf Vibrio (Listonella) anguillarum et Vibrio (Listonella) oridalii chez la truite Yersinia ruckeri spp sauf Yersinia ruckeri

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sérotypes 1 (truite arc-en-ciel) Yersinia spp

Aeromonas spp Truite fario (Salmo trutta) Yersinia ruckeri

Saumon atlantique (Salma salar) Aeromonas spp

Aeromonas spp Carnobacterium spp Edwardsiella spp Flavobacterium spp Flexibacter spp Saumon des fontaines / Omble (Salvelinus spp) Myxobacteria spp Carpe (Cyprinus spp) Providencia spp Pseudomonas spp Silure (Siluris spp) Renibacterium spp Streptococcus spp Vagococcus spp Vibrio spp Yersinia spp

Aeromonas spp Pangasius spp Edwardsiella spp Erysipelothrix rhusiopathiae

Erysipelothrix rhusiopathiae Platax spp Vibrio spp

Erysipelothrix rhusiopathiae Pouatte (Lutjanus sebae) Vibrio harveyi

Erysipelothrix rhusiopathiae Tilapia spp Francisella noatunensis Streptococcus spp

Avibacterium spp Bacillus sphaericus Autruche Bordetella spp Enterococcus spp Caille Erysipelothrix insidiosa Faisan Erysipelothrix rhusiopathiae sauf sérotype 2 Escherichia coli Falconiformes Gallibacterium anatis Perdrix Haemophilus spp sauf Haemophilus paragallinarum A, B, C Pintade Listeria monocytogenes Mannheimia spp Strigiformes Mycoplasma spp Ornithobacterium rhinotracheale Pasteurella spp

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Riemerella spp Salmonella spp Staphylococcus spp Streptococcus spp Trueperella pyogenes Vibrio albensis Yersinia pseudotuberculosis

Avibacterium spp Bacillus sphaericus Bordetella spp Coenonia anatina Enterococcus spp Erysipelothrix rhusiopathiae sauf sérotype 2 Escherichia coli Gallibacterium anatis Pasteurella spp Haemophilus spp sauf Haemophilus paragallinarum A, B, C Listeria monocytogenes Mannheimia spp Mycoplasma spp Canard (Cairina moschata, Anas spp et Ornithobacterium rhinotracheale croisement des deux espèces) Ornithobacterium rhinotracheale Pasteurella multocida sauf type 94 (par séquençage MLST) et sauf type 95 (par séquençage MLST) pour le Canard Mulard, Riemerella spp Salmonella spp (pour le canard de reproduction) Salmonella spp sauf Salmonella enterica subsp. enterica serovars Typhimurium (pour le canard d’engraissement) Staphylococcus spp Streptococcus spp Trueperella pyogenes Vibrio albensis Yersinia pseudotuberculosis

Avibacterium spp Bacillus sphaericus Bordetella spp Coenonia anatina Oie (Anser spp) Erysipelothrix rhusiopathiae sauf sérotype 2 Escherichia coli Gallibacterium anatis Haemophilus spp sauf Haemophilus. paragallinarum A, B, C

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Listeria monocytogenes Mannheimia haemolytica Mycoplasma spp Ornithobacterium rhinotracheale Pasteurella multocida Riemerella spp Salmonella spp Staphylococcus spp Streptococcus spp Trueperella pyogenes Vibrio albensis Yersinia pseudotuberculosis

Avibacterium spp Bacillus sphaericus Bordetella spp Enterococcus spp Erysipelothrix rhusiopathiae sauf sérotype 2 Escherichia coli Gallibacterium anatis Haemophilus spp sauf Haemophilus paragallinarum A, B, C Listeria monocytogenes Mannheimia haemolytica Dinde Mycoplasma spp Ornithobacterium rhinotracheale Pasteurella multocida Riemerella spp Salmonella spp (chez la dinde d’engraissement et la dinde de reproduction au stade multiplication) Staphylococcus spp Streptococcus spp Trueperella pyogenes Vibrio albensis Yersinia pseudotuberculosis

Avibacterium spp Bacillus sphaericus Bordetella spp Enterococcus spp Erysipelothrixi nsidiosa Pigeon Erysipelothrix rhusiopathiae sauf sérotype 2 Escherichia coli Gallibacterium anatis Haemophilus spp sauf H. paragallinarum A, B, C Listeria monocytogenes Mannheimia spp

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Mycoplasma spp Ornithobacterium rhinotracheale Pasteurella spp Mannheimia spp Mycoplasma spp Riemerella spp Salmonella enterica subsp.enterica sauf serovar Typhimurium var.Copenghague (04+,05-) Staphylococcus spp Streptococcus spp Trueperella pyogenes Vibrio albensis Yersinia pseudotuberculosis

Avibacterium spp Bacillus sphaericus Bordetella spp Erysipelothrix rhusiopathiae sauf sérotype 2 Escherichia coli sauf antigènes F11 et FT Escherichia coli aérobactine positive O1, O2, O78 spp (même si porteuse des antigènes F11 et FT) Gallibacterium anatis Volailles de reproduction de l’espèce Gallus Haemophilus spp sauf H. paragallinarum A, B, C gallus au stade multiplication en filière ponte Listeria monocytogenes Poule pondeuse (d’œufs de consommation) Mannheimia haemolytica Mycoplasma spp sauf Mycoplasma gallisepticum Pasteurella multocida Riemerella spp Staphylococcus spp Streptococcus spp Trueperella pyogenes Vibrio albensis Yersinia pseudotuberculosis

Avibacterium spp Bacillus sphaericus Bordetella spp Enterococcus spp Volailles de reproduction de l’espèce Gallus Erysipelothrix rhusiopathiae sauf sérotype 2 gallus en filière chair au stade multiplication et Escherichia coli sauf antigènes F11 et FT poulet de chair Escherichia coli aérobactine positive O1, O2, O78 spp (même si porteuse des antigènes F11 et FT) Gallibacterium anatis Haemophilus spp sauf H. paragallinarum A, B, C Listeria monocytogenes

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Mannheimia haemolytica Mycoplasma spp sauf Mycoplasma gallisepticum Pasteurella multocida Salmonella spp sauf Salmonella enterica Riemerella spp Staphylococcus spp Streptococcus spp Trueperella pyogenes Vibrio albensis Yersinia pseudotuberculosis

Arcanobacterium spp Bordetella bronchiseptica Campylobacter spp Escherichia coli Klebsiella pneumoniae Listeria monocytogenes Mycoplasma spp Lapin, Lièvre Morganella morganii Pasteurella multocida Riemerella spp Salmonella spp Staphylococcus spp Streptococcus spp Trueperella pyogenes

Actinobacillus pleuropneumoniae à l’exception des antigènes Apx I, II, et III et OMP Actinobacillus suis Actinomyces spp Bordetella spp sauf bordetella bronchiseptica Campylobacter spp Corynebacterium spp Clostridium difficile Porcelet Clostridium perfringens type beta 2 Enterococcus spp Porc à l’engraissement Erysipelothrix rhusiopathiae sauf sérotype 2 Truie Escherichia coli sauf les sérotypes F4, F5, F6, F18, F41 Haemophilus parasuis sauf sérotypes 4 et 5 Klebsiella pneumoniae Listeria monocytogenes Mannheimia haemolytica Pasteurella / Mannheimia spp Pasteurella multocida Proteus spp Salmonella spp

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Staphylococcus spp Streptococcus spp

Acinetobacter spp Actinobacillus spp Escherichia coli Klebsiella pneumoniae Listeria monocytogenes Cheval Rhodococcus equi Serratia spp Staphylococcus spp Streptococcus spp sauf Streptococcus equi subsp. Equi

Macaque (macaca fascicularis) Shiegella spp

Kangourou Escherichia coli

Vison (Mustelidae dans le genre Neovison) Arcanobacterium spp

Arcanobacterium pyogenes Listeria monocytogenes Pasteurella multocida sauf sérogroupes A3 et D4 Mannheimia haemolytica sauf sérotype 1 et biotype A-sérotype A1 Mycoplasma bovis Bovin (Bos taurus) Moraxella spp Pasteurella multocida sauf sérogroupes A3 et D4 Pasteurella pneumotropica Salmonella spp sauf S. Dublin et S. Typhimurium Staphylococcus aureus sauf Staphylococcus aureus pour mammites Staphylococcus epidermidis Streptococcus spp

Arcanobacterium pyogenes Histophilus somni Listeria monocytogenes Mannheimia haemolytica sauf sérotype 1 et biotypes A1, A2, A6, A7, A9 Moraxella spp Ovin (Ovis aries) Mycoplasma spp Pasteurella multocida sauf sérogroupes A3 et D4 Pasteurella pneumotropica Pasteurella trehalosi sauf biotypes T3, T4, T10,T15 Mannheimia haemolytica sauf sérotype 1 et

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biotypes A1, A2, A6, A7, A9 Salmonella spp sauf S. Dublin, S. Typhimurium et S. enterica subsp. Enterica serovar Abortusovis Staphylococcus spp Streptococcus spp

Arcanobacterium pyogenes Escherichia coli Histophilus somni Listeria monocytogenes Mannheimia haemolytica sauf sérotype 1 Moraxella spp Caprin (Capra hircus) Mycoplasma spp Pasteurella multocida sauf sérogroupes A3 et D4 Pasteurella pneumotropica Salmonella spp sauf S. Dublin et S. Typhimurium Staphylococcus spp Streptococcus spp

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Annexe 4 : Questionnaire envoyé aux vétérinaires praticiens ayant prescrit des autovaccins préparés par le laboratoire partenaire

QUESTIONNAIRE UTILISATION AUTOVACCINS RUMINANTS

Le but de ce questionnaire réalisé dans le cadre de ma thèse d’exercice vétérinaire est d’avoir votre regard de vétérinaire praticien sur l’opportunité que représente l’utilisation des autovaccins chez les ruminants, le cadre dans lequel vous les avez utilisés, sur quels individus et les résultats obtenus. Je vous remercie par avance de prendre quelques minutes pour y répondre R.Besson 5a ENV Lyon

I / Contexte et description de la maladie

• Espèce : bovin /ovin/caprin

• Type d’élevage : Laitier Viande

• Race :

• Nombre d’animaux sur l’exploitation (si possible préciser le nombre de mères) :

• Classe(s) d’âge des individus touchés :

• Nombre d’animaux de la classe d’âge concernée présents sur l’élevage :

• Affection observée :

• Symptômes et évolution (si possible préciser la mortalité) :

• Nombre d’animaux touchés par la maladie :

• Depuis quand la maladie évolue-t-elle dans l’élevage ?

• Traitements effectués avant l’autovaccin :

183

• Résultats/ limites :

• Avez-vous déjà effectué une vaccination des sujets atteints ou des mères dans cet élevage ?

- si oui avec quel vaccin ?

- avec quels résultats ?

II/ Autovaccin

Adjuvant : Concentration en antigène :

• Germe isolé (et sérotype si connu) :

• Où les bactéries ont-elles été isolées ? Laboratoire bactériologique classique ou laboratoire préparateur d’autovaccin ?

• A partir de quel organe :

• Classe(s) d’âge des individus vaccinés :

• Nombre d’animaux vaccinés :

• Quels individus avez-vous vaccinés ?

- Individus malades au moment de la réception de l’autovaccin

- Individus sains

- Tous les individus sensibles présents

• Protocole vaccinal réalisé (nombre d’injections, intervalle entre les injections, voie d’injection, rappel annuel) :

• Objectif de la vaccination (entourer la réponse la plus juste)

184

- Curatif : guérir les individus présentant des symptômes

- Préventif à court terme : protéger les individus sensibles pas encore infectés

- Préventif à moyen terme : protéger l’ensemble des individus sensibles la saison prochaine

III/ Résultats

• Nombre d’animaux de la classe d’âge sensible présents au moment de l’évaluation des résultats :

• Nombre d’animaux présentant des symptômes de la maladie malgré leur vaccination (si possible préciser le nombre de morts) :

• Appréciation subjective de l’efficacité de l’autovaccin. Notez sur 5

Pas du tout efficace 1 2 3 4 5 très efficace

• Comment décririez-vous l’action de l’autovaccin ? Notez sur 5

- L’autovaccin permet une diminution des signes cliniques chez les individus qui ont contracté la maladie

Pas du tout d’accord 1 2 3 4 5 Tout à fait d’accord

- L’autovaccin permet une diminution du nombre d’individus touchés

Pas du tout d’accord 1 2 3 4 5 Tout à fait d’accord

• Avez-vous des effets secondaires/indésirables à signaler : oui non - Si oui pouvez-vous les décrire brièvement : - Fréquence :

• L’utilisation d’autovaccins a-t-elle fait diminuer l’utilisation d’antibiotiques dans cet élevage ?

• Quelle conclusion tirez-vous de l’utilisation d’un autovaccin/ vos commentaires :

185

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BESSON Romain LES AUTOVACCINS EN MEDECINE VETERINAIRE, UTILISATIONS CHEZ LES RUMINANTS, PERSECTIVES ET REGLEMENTATION

Thèse d’Etat de Doctorat Vétérinaire : Lyon, 25 novembre 2019

RESUME : Après avoir rappelé quelques notions d’immunologie, la règlementation s’appliquant aux différents acteurs intervenant dans la mise au point et la prescription des autovaccins est détaillée, ainsi que leur processus de préparation. Les évolutions récentes de la règlementation permettent de se focaliser sur leur utilisation chez les ruminants. Les essais d’utilisation d’autovaccins à destination de ruminants dans la littérature ont été centralisés et se caractérisent par leur extrême diversité. Un questionnaire a été envoyé aux vétérinaires ayant prescrit des autovaccins entre le 28/06/2017 et le 11/04/2019 préparés par le laboratoire partenaire. Le taux de réponse important (correspondant à plus de 85% des exploitations interrogées) ainsi que la représentativité au niveau national des répondants (environ 75% des exploitations ayant utilisé des autovaccins en France en 2017 et 2018) permettent de dresser le tableau de l’utilisation qui est faite des autovaccins. Les affections principalement visées ainsi qu’une ébauche des résultats obtenus sont présentés. Les effets secondaires rencontrés ainsi que l’impact des autovaccins sur l’utilisation d’antibiotiques sont également étudiés. Enfin, après étude de la réglementation et des retours de terrain, la dernière partie permet de répondre à bon nombre de questions que les vétérinaires praticiens s’intéressant à ces nouvelles solutions thérapeutiques, pourraient se poser, elle présente certains détails pratiques.

MOTS CLES : - Réglementation - Ruminants - Immunité

JURY : Président : Monsieur le Professeur Frédéric Bérard 1er Assesseur : Monsieur le Professeur Didier Pin 2ème Assesseur : Madame la Docteure Claire Becker Membre Invité : Monsieur le Docteur Thibaut Lurier

DATE DE SOUTENANCE : 25 novembre 2019

ADRESSE DE L’AUTEUR : 15 rue de Chailly 77930 Perthes en Gatinais, FRANCE