7Ec6-47C3-9C8f-5F7c78bb7fdb.Txt

Home , Arbacia lixula, Aspidodiadema, Asterostomatidae, Astropyga radiata, Brisaster fragilis, Brissus agassizii

Dépôt Institutionnel de l’Université libre de Bruxelles / Université libre de Bruxelles Institutional Repository Thèse de doctorat/ PhD Thesis Citation APA:

Rolet, G. (2012). Structure et rôle du caecum gastrique des échinides détritivores: étude particulière d'Echinocardium cordatum, Echinoidea: Spatangoida (Unpublished doctoral dissertation). Université libre de Bruxelles, Faculté des Sciences – Sciences biologiques, Bruxelles. Disponible à / Available at permalink : https://dipot.ulb.ac.be/dspace/bitstream/2013/209654/5/c258d843-7ec6-47c3-9c8f-5f7c78bb7fdb.txt

(English version below) Cette thèse de doctorat a été numérisée par l’Université libre de Bruxelles. L’auteur qui s’opposerait à sa mise en ligne dans DI-fusion est invité à prendre contact avec l’Université ([email protected]). Dans le cas où une version électronique native de la thèse existe, l’Université ne peut garantir que la présente version numérisée soit identique à la version électronique native, ni qu’elle soit la version officielle définitive de la thèse. DI-fusion, le Dépôt Institutionnel de l’Université libre de Bruxelles, recueille la production scientifique de l’Université, mise à disposition en libre accès autant que possible. Les œuvres accessibles dans DI-fusion sont protégées par la législation belge relative aux droits d'auteur et aux droits voisins. Toute personne peut, sans avoir à demander l’autorisation de l’auteur ou de l’ayant-droit, à des fins d’usage privé ou à des fins d’illustration de l’enseignement ou de recherche scientifique, dans la mesure justifiée par le but non lucratif poursuivi, lire, télécharger ou reproduire sur papier ou sur tout autre support, les articles ou des fragments d’autres œuvres, disponibles dans DI-fusion, pour autant que : - Le nom des auteurs, le titre et la référence bibliographique complète soient cités; - L’identifiant unique attribué aux métadonnées dans DI-fusion (permalink) soit indiqué; - Le contenu ne soit pas modifié. L’œuvre ne peut être stockée dans une autre base de données dans le but d’y donner accès ; l’identifiant unique (permalink) indiqué ci-dessus doit toujours être utilisé pour donner accès à l’œuvre. Toute autre utilisation non mentionnée ci-dessus nécessite l’autorisation de l’auteur de l’œuvre ou de l’ayant droit. ------English Version ------This Ph.D. thesis has been digitized by Université libre de Bruxelles. The author who would disagree on its online availability in DI-fusion is invited to contact the University ([email protected]). If a native electronic version of the thesis exists, the University can guarantee neither that the present digitized version is identical to the native electronic version, nor that it is the definitive official version of the thesis. DI-fusion is the Institutional Repository of Université libre de Bruxelles; it collects the research output of the University, available on open access as much as possible. The works included in DI-fusion are protected by the Belgian legislation relating to authors’ rights and neighbouring rights. Any user may, without prior permission from the authors or copyright owners, for private usage or for educational or scientific research purposes, to the extent justified by the non-profit activity, read, download or reproduce on paper or on any other media, the articles or fragments of other works, available in DI-fusion, provided: - The authors, title and full bibliographic details are credited in any copy; - The unique identifier (permalink) for the original metadata page in DI-fusion is indicated; - The content is not changed in any way. It is not permitted to store the work in another database in order to provide access to it; the unique identifier (permalink) indicated above must always be used to provide access to the work. Any other use not mentioned above requires the authors’ or copyright owners’ permission.

■ H ^ .

â y ' ^ \y ^. i ' % /iv \ I * ;-

';;s‘‘t;'\'‘'/t* ' djîi éohinijcles.idétl'ltivp'fes. % Biologie des Organismes

Structure et rôle du caecum gastrique des échinides détritivores - étude particulière à’Echinocardium cordatum (Echinoidea : Spatangoida)

Gauthier Rolet

Thèse de doctorat présentée en vue de l’obtention du titre de Docteur en Sciences

Août 2012

Sous la direction du Dr. Chantal De Ridder

Laboratoire de Biologie Marine Département de Biologie des Organismes Faculté des Sciences Université Libre de Bruxelles L'homme est apparu comme un ver dans un fruit, comme une mite dans une balle de laine, et a rongé son habitat, en sécrétant des théories pour justifier son action. Le vieux contrat qui unissait le primitif et son habitat a été brisé d'une manière unilatérale par l'homme dés que celui-ci s'est cru assez fort pour ne suivre dorénavant que les seuls lois forgées par lui-même.

Jean Dorst

Le monde ne sera pas détruit par ceux qui font du mal, mais par ceux qui les regardent sans rien faire.

Albert Einstein

Il n’existe aucun accommodement durable entre ceux qui cherchent, pèsent, dissèquent et s’honorent d’être capable de penser demain autrement qu’aujourd’hui, et ceux qui croient ou affirment croire, et obligent sous peine de mort leurs semblables à en faire autant.

Marguerite Yourcenar - Préface -

PRÉFACE

Cette thèse de doctorat se présente sous la forme d’un recueil en cinq chapitres. Elle débute par une introduction et se clôture par une discussion. Certains chapitres ont été publiés comme articles de recherche dans des revues internationales à comité de lecture et sont donc rédigés en anglais : le chapitre 1 est publié dans Journal ofthe Marine Biological Association ofthe United Kingdom, le chapitre 3 est accepté et sera publié dans Les Cahiers de Biologie Marine, le chapitre 5 est publié dans BioMed Central Evolutionary Biology. Afin de donner plus de cohérence linguistique à ce recueil, les chapitres 2 et 4 ont également été rédigés en anglais. En revanche, pour des raisons pratiques, le reste de la rédaction, à savoir l’introduction et la discussion, a été réalisé en français. Le bilinguisme français/anglais est donc nécessaire pour suivre la totalité de ce travail. Le lecteur non francophone trouvera l’essentiel de la recherche dans le corps de thèse. Un court résumé en français précède néanmoins chaque chapitre afin de ne pas léser le lecteur uniquement francophone. Les chapitres déjà publiés (1 & 5) figurent, dans ce travail, tels qu’ils sont parus dans les revues concernées, avec leur mise en page spécifique et leurs références bibliographiques, citées en fin de chapitre. Pour toutes les autres parties de cette thèse, la mise en page est standardisée et toutes les sources de littérature consultées sont reprises, par ordre alphabétique, à la fin de l’ouvrage (dans la rubrique ‘Bibliographie’). Je souhaite, d’ores et déjà, à la personne qui entame cette lecture de bonnes approches d’ordre scientifique.

5 - Remerciements -

REMERCIEMENTS

C’est, en premier lieu, à Mère Nature, notre mère à tous, que je souhaiterais rendre hommage. Cette magnifique et chère maman qui, au fil des millions d’années d’Evolution, sculpte les environnements (dont les belles plages que j’ai pu fouler durant ce travail), nous donne tant de cousins à observer (parmi lesquels mes charmantes boules de piquants) et nous rend tellement de services inestimables, mais qui, malheureusement, n’est que trop souvent ignorée, malmenée, saccagée voire même éventrée par la bêtise des représentants de notre petite et anecdotique espèce humaine. Honte à nous, vilains primates orgueilleux que nous sommes ! Ce manque de respect (et c’est un euphémisme !) causera notre perte. À toi donc. Mère Nature, à qui nous devons tout et sans qui nous ne serions rien... J’adresse également mes plus plates excuses à nos proches cousins qui ont subi ma prédation durant ces nombreuses années de recherche. Apprendre à les connaître aura été une savoureuse aventure.

Ces remerciements ne seront pas synthétiques et ceux qui me côtoient d’assez près ne s’en étonneront pas. En effet, après sept années en tant qu’assistant, j’ai pu collaborer avec de nombreuses personnes. Je ne veux oublier personne de ces rencontres. En cas d’oubli, bien involontaire, je présente d’avance mille excuses. Même si mon nom figure en tête de cet ouvrage, j’aurais été bien incapable de le réaliser sans l’aide des personnes et institutions mentionnées ci-dessous. Tout d’abord, je tiens à remercier chaleureusement le Dr. Chantal De Ridder du laboratoire de Biologie Marine (BIOMAR) de l’Université Libre de Bruxelles (ULB). C’est elle qui a dirigé ce travail. Même si j’ai parfois douté de mener à terme ces recherches, sa confiance n’a pas été ébranlée. Merci pour son enthousiasme, sa patience, sa sincérité et son soutien. Je suis aussi redevable envers le Pr. Michel Jangoux (BIOMAR) qui, lors de mes études, m’a fait découvrir cette extraordinaire science qu’est la Zoologie et m’a ouvert les portes du monde fascinant des Echinodermes en m’accueillant dans son laboratoire. Merci de m’avoir donné l’opportunité de commencer ma vie active dans ce contexte aussi épanouissant que valorisant. Tous deux m’ont accordé une confiance sans réserve. Au fil des années, ils m’ont encadré tant sur le plan pédagogique que scientifique. Travailler à leurs côtés aura largement contribué à mon enrichissement personnel. C’est, avant tout, grâce à eux que cette thèse de doctorat a vu le jour. Je leur en suis profondément reconnaissant. Je souhaite également vivement remercier le Dr. Alexander Ziegler du Musée de Zoologie Comparée de l’Université d’Harvard. Il m’a offert, pour la première fois, une place de

7 - Remerciements - coauteur sur l’une de ses nombreuses productions scientifiques - le cinquième chapitre, le plus fourni de cet ouvrage - et m’a largement soutenu lors du processus de validation de l’article issu de notre seconde collaboration (le premier chapitre). Alex, many thanks and a lot of belgian kisses ! Merci au Pr. Guy Josens (laboratoire d’Ecologie Végétale et de Biogéochimie (EVB) - ULB) pour ses remarques précises et ses suggestions avisées dans le cadre de l’accompagnement de ce travail. Je remercie le Pr. Rich Mooi (California Academy of Science, San Francisco) et le Pr. John Lawrence (University of South Florida, Tampa) ainsi que d’autres scientifiques anonymes pour leurs lectures critiques des chapitres publiés et leurs encouragements enthousiastes. J’aimerais également exprimer toute ma gratitude envers le Dr. Patrick Flammang, le Dr. Igor Eeckhaut et Pol Postiau du Laboratoire de Biologie des Organismes Marins et Biomimétisme (BOMB) de l’Université de Mons (UMons) qui m’ont initié à la pratique de la microscopie électronique (premier et quatrième chapitres). Merci pour leur accueil et leur sympathie. Ma reconnaissance s’adresse aussi à Suzanne Mueller (Charité-Universitàtsmedizin, Berlin) pour sa contribution aux analyses morphologiques par résonance magnétique (premier et cinquième chapitres) ainsi qu’au Dr. Véronique Rousseau et à Jean-Yves Parent du laboratoire des Ecosystèmes Aquatiques (ESA - ULB) pour la détermination des diatomées (premier chapitre). Je n’oublie pas davantage le Dr. Isabelle George (ESA/BIOMAR), Mathieu Bauwens (BIOMAR) et Adriana Anzil (ESA) pour leur efficacité dans l’encadrement des expériences relatives au deuxième chapitre . Je voudrais également exprimer ma gratitude au Dr. André Péqueux du département de Physiologie Animale de l’Université de Liège (ULg), au Dr. Emilie Egea du Centre Océanologique de la Station Marine d’Endoume ainsi qu’au Dr. Michel Warnau et à toute l’équipe (Jean-Louis Teyssié, François Oberhaensii, Florent Renaud,...) du service de Radioécologie des laboratoires monégasques de l’International Atomic Energy Agency (lAEA) sans qui les expériences du troisième chapitre n’auraient pas été possibles. Je suis tout autant redevable envers le Dr. Thibaud Rigot (Unité Mixte de Recherche BlOdiversité, GEnes & Communautés, Institut National pour le Recherche Agronomique & Université de Bordeaux 1), mon ami de longue date, sans qui mes oursins ne seraient jamais arrivés à Monaco et qui m’a apporté toutes ses connaissances pour les analyses statistiques. Merci pour toutes ces années de partages et de confrontations d’idées, creuset de notre immense amitié. Je suis également l’obligé de Thierry Dupont (BIOMAR) pour sa sympathie, sa serviabilité, les discussions interminables où nous refaisions le monde (sans capitalisme, sans abus de pouvoir, sans malhonnêteté,... bref, la belle utopie !) et sa précieuse aide à l’illustration de

8 - Remerciements - cet ouvrage. Merci encore à Edith Bricourt (BIOMAR) et Saloua M’Zoudi (BIOMAR) pour les nombreuses numérisations de documents réalisées durant toutes ces années avec tant de gentillesse. Que dire par ailleurs des gouttes de sueur et des mains endolories à ramener les jarres remplies de sable, d’eau et d’oursins, avec la marée montante aux talons lors des missions de terrain : Pierre Desroeux (un de mes cousins) et Marie Rolet (une de mes deux sœurs) s’en souviendront. Encore merci à cette dernière pour son efficacité et son sens de la mise en page ainsi qu’à mon père, Jean-Yves Rolet, ma belle-sœur, Leonor Poncin, et ma belle- mère, Me. Corinne Poncin pour la relecture attentive de l’ouvrage en un temps record. Maud Poncin (ma meilleure moitié) a aussi participé à certaines missions et à la relecture. Merci à tous les membres de BIOMAR que j’ai cotoyés durant ces sept années et avec qui j’ai passé d’excellents moments : le Dr. Philippe Dubois, le Dr. Bruno Danis, le Dr. David Gillan, le Dr. Philippe Willenz (merci pour leur convivialité et leur sympathie), le Dr. Didier Fourgon, le Dr. Vincent Hétérier (merci à eux deux pour nos quelques bonnes soirées), le Dr. Claire Moureaux (merci pour nos longues et sympathiques discussions pédagogiques, nos missions bretonnes qui démontrèrent sa témérité sur le terrain), le Dr. Colin De Bruyn (merci pour sa camaraderie, ses réponses à mes questions pratico-pratiques de dernière minute, et nos discussions à faire vibrer les cloisons du laboratoire au rythme de nos douces voix graves), le Dr. Ana Isabel Dos Ramos Catarino (merci pour sa chaleur et sa bonne humeur), le Dr. Julie Hermans, Stéphanie Bonnet, et Marie Collard (merci à elles trois pour leur bonne humeur et leur sens de l’organisation, notamment lors de nos légendaires dîners de Noël, entre autres), Quentin Jossart (merci sa sympathie et pour ses invitations à manger le midi), Viviane Desmet (merci pour sa bienveillance à mon égard), Philippe Pernet (merci pour son sens du rythme), le Dr. Melany Gilis, Laure Moulin, sans oublier les nombreux mémorants que j’ai croisés (chronologiquement ; Julie Simon, Lawrence Louis-Charles, Marie Vanden Berghe, Gérald Mannaerts, Jennifer Wilmes, Nathalie Marquet, Virginie Guibourt, Thomas Claessens, Julie Vercruyssen, Aude Griffet, Lyndsay Geerts, Nicolas Vidick, Kim Laitat, Simon Withburn, Benoît Bergk Pinto et Charlotte Simon, la sœur de Julie... C’est que le temps passe... et les mémorants aussi !). Et je ne peux oublier non plus les membres du BOMB que j’ai cotoyés. Je tiens naturellement à remercier les membres du Jury qui auront la délicate et pesante tâche d’évaluer ce travail. Je souhaite également souligner le rôle des institutions sans lesquelles cette thèse n’aurait vu le jour : les laboratoires BIOMAR et ESA de l’ULB (Belgique), le laboratoire BOMB de rUMons (Belgique), le laboratoire de Physiologie Animale de l’ULg (Belgique), la Station Marine de Wimereux de l’Université de Lille 1 (France), l’Institut de Biologie d’Helgoland (Allemagne) et les laboratoires d’Environnement Marin de l’IAEA (Monaco).

9 - Remerciements -

Je profite également de cette occasion pour associer à ces remerciements toutes les personnes que j’ai côtoyées pendant mes charges d’enseignement et qui ont aussi participé, de prés ou de loin, à mon épanouissement personnel et professionnel durant ces années. Ces dernières, entre autres, m’ont renforcé dans l’idée que l’instruction est l’une des principales clés de l’avenir de nos sociétés (si, toutefois, elles ont encore un avenir...). Parmi elles, c’est au Dr. Jean-Christophe de Biseau d’Hauteville du laboratoire d’Evolution Biologique et Ecologie (EBE - ULB) que je pense en premier lieu. Merci pour sa sympathie et la confiance qu’il m’a témoignée toutes ces années notamment pour l’encadrement des stagiaires de l’Agrégation pour l’Enseignement Secondaire Supérieur (AESS). Merci pour sa disponibilité, sa compréhension et son patient soutien. Le Pr. André Danguy et le Dr. Pascale Lybaert du laboratoire d’Hormonologie Expérimentale (Erasme - ULB) m’ont fait part de toute leur expérience lors de l’encadrement des travaux pratiques d’Histologie Animale. Nous y avons passé, durant ces années, des moments mémorables. Merci à eux pour leur estime et leur camaraderie. Je tiens également à remercier le Pr. Martine Vercauteren du laboratoire d’Anthropologie et Génétique humaine (ULB) qui m’a accordé toute sa confiance pour le suivi des travaux pratiques de Biologie générale et des exercices de génétique. Mme Martine Schellings, inspectrice, et le Dr. Yves Scailteur, enseignant (Communauté Française Wallonie Bruxelles (CFWB)), ont également contribué, aux travers des rencontres de l’AESS, à ma sensibilisation au monde de l’enseignement. Mes collègues assistants m’ont également apporté beaucoup, en particulier Thomas Vantorre (EBE), mon principal co-rédacteur de syllabus - notamment des TP de Zoologie - mais également Caroline Deschamps (EVB), Nicolas Dassonville (EVB), Jean-François Poncelet (EBE), Fleur Van Nedervelde (laboratoire d’Ecologie des Systèmes et Gestion des Ressources - ULB), et les dernières recrues Aurélie Dery (BIOMAR), Guillaume Delhaye (EVB) et Benoît Host (EBE). Sans oublier les centaines d’étudiants biologistes et bioingénieurs (dont certains sont devenus des collègues... Laure, Marie, Quentin, Aurélie, Guillaume,...Décidément, le temps passe vraiment trop vite !) ainsi que les dizaines de stagiaires de l’AESS qui m’ont énormément appris sur mes pratiques lors de mes charges pédagogiques (j’ai hésité à tous les citer... si certains lisent ces lignes un jour, ils se reconnaîtront). Je n’avais jamais pris le temps de remercier la première personne qui m’a véritablement éveillé à ce domaine scientifique primordial qu’est la Biologie dans le courant de mon adolescence: N s’agit de Mme Michèle Vandenbussche (enseignante - CFWB). Tout aurait été probablement différent si je ne l’avais pas rencontrée, ce qui est d’ailleurs le cas pour toutes les personnes mentionnées dans ces remerciements.

10 - Remerciements -

Je voudrais conclure ces remerciements (enfin !... diront certains lecteurs courageux) par la sphère affective et émotionnelle sans laquelle je ne serais pas qui je suis aujourd’hui. Tout d’abord, les amis d’enfance (Julien Boucart, Assia & Mina Manah, Frédéric Cominotto, Emeiine Brouillard, Camile Duchâteau, Elisabeth Glorieux, Cédric Lepoutre, Julie Leclercq,...) et les amis de l’Université (Geoffrey Gosset, Thibaud Rigot, Alby Debotze, Natacha Georges, Julien Lion, Catherine Evrard, Gilles Plouvier, Julie Ghio, Charlie Verthé, Nicolas Duterme,...) qui ont sensiblement contribué à mon équilibre personnel et avec qui j’ai partagé tant de discussions et de moments inoubliables. Je leur suis sincèrement très reconnaissant pour leur présence et leur estime. Je me sens également porté par l’ensemble de ma grande famille faite de grand-mères, de marraines, de parrains, de tantes, d’oncles, de cousins et cousines aux multiples facettes. Curieusement, je me sens proche aussi de ma belle-famille, l’avocate et nouvelliste Corinne Poncin, Leonor et le Dr. Jean-Paul Theys en raison de leur ouverture d’esprit à mon égard, de leur accueil et de leurs fermes encouragements durant ces dernières années. Enfin, comment puis-je exprimer à quel point je me sens redevable de tout envers mes parents, Jean-Yves Rolet et Béatrice Leclercq ? Ils ont offert à leurs trois enfants un cadre de vie idéal pour grandir et s’épanouir librement dans le respect mutuel. Cette thèse, c’est aussi et surtout le résultat de l’éducation qu’ils nous ont inculquée. Quel privilège de faire partie de leur progéniture! Je dois aussi énormément à mes ‘frangines’, Marie et Justine qui m’ont fait découvrir et aimer mon rôle de frère aîné, chacune à leur mesure. Elles me procurent beaucoup de fierté, en raison de leurs parcours respectifs et de leurs engagements professionnels. Leurs personnalités aussi riches que sensibles me sont tout autant essentielles que celles de mes parents. Finalement, c’est naturellement avec Maud, mon alter ego, que je clôturerai ces ‘brefs’ remerciements. L’avoir rencontrée aura été un des plus beaux cadeaux que le hasard m’ait offert. Ces douze dernières années en sa compagnie m’ont comblé de bonheur et de rires. Merci pour ton soutien indéfectible. Qu’elle pardonne mon absence lors de ces quelques derniers mois de rédaction alors que son ventre s’arrondissait sans cesse et qu’elle commençait à avoir de plus en plus de difficultés à se déplacer. C’est une nouvelle page de notre histoire qui se tourne actuellement car notre petit animal rayonnant, Zoélie, ne va pas tarder à montrer le bout de son nez (curieux prénom, certains diront... il est issu de la contraction des mots grecs, Zôon - l’animal - et Helios - le soleil). Une nouvelle aventure commence...

11 - Résumé -

RÉSUMÉ

Les spatangoïdes (échinides détritivores fouisseurs) possèdent un volumineux caecum qui s’ouvre au début de l’estomac, le caecum gastrique. Ce caecum est ‘distendu’ : il est toujours gorgé d’un liquide incolore dont la nature est inconnue. Les sédiments ingérés par ces oursins et qui occupent le reste du tube digestif, ne pénètrent jamais dans le caecum. La fonction du caecum gastrique n’est pas claire: il sécréterait des enzymes dans l’estomac, serait un site d’absorption, ou encore abriterait une microflore cellulolytique. En prenant pour modèle l’un des échinides fouisseurs les plus étudiés, Echinocardium cordatum, ce travail tente d’élucider le rôle du caecum gastrique, et s’intéresse plus particulièrement à l’étude de son contenu. Les résultats indiquent que le caecum gastrique d’E. cordatum contient de l’eau de mer. L’entrée d’eau de mer dans le caecum a été visualisée en la colorant et des caractéristiques communes au liquide caecal et à l’eau de mer environnante ont été observées: une même osmolarité, les mêmes particules détritiques en suspension et les mêmes communautés bactériennes. Le caecum gastrique contient de la matière organique en suspension (détritus, bactéries transitoires); il est également absorbant. Ses capacités d’absorption ont été comparées à celles de l’estomac et de l’intestin grâce à un dispositif expérimental particulier : les chambres de Ussing. Les résultats ont montré que les entérocytes du caecum et de l’intestin participent davantage au transfert de glucose vers la cavité coelomique que ceux de l’estomac. Un schéma de la circulation de l’eau de mer dans le tube digestif est proposé. L’eau de mer qui circule à la surface du corps de l’oursin et qui provient de la surface des sédiments atteint la cavité buccale, une circulation entretenue par la ciliature des clavules (piquants ciliés). Le péristaltisme de l’œsophage et celui du siphon assurent l’entrée d’eau de mer dans le tube digestif. Une partie de cette eau entre dans le siphon qui l’amène dans l’intestin d’où elle est entraînée à l’extérieur avec le bol alimentaire. L’eau de mer qui n’est pas prélevée par le siphon peut atteindre l’entrée du caecum gastrique. Un système de gouttières a été mis en évidence à l’entrée du caecum. Il s’étend de l’estomac au début du caecum où les gouttières sont flagellées, et acheminerait l’eau de mer dans la lumière caecale. Les différences de pression osmotique entre le liquide caecal et le liquide cœlomique permettraient le transfert d’eau depuis le caecum vers la cavité cœlomique. Une quantité d’eau similaire devrait alors être éliminée de la cavité coelomique. Cette élimination semble se faire dans le caecum intestinal, l’eau serait ensuite éliminée par l’anus. D’après nos observations, le caecum gastrique pourrait être le site d’une digestion et d’une absorption de la matière organique détritique de l’eau de mer. Si cette hypothèse est exacte, E. cordatum serait alors un détritivore particulièrement ‘complet’, digérant non seulement la

13 - Résumé - fraction détritique des sédiments mais aussi celle en suspension dans l’eau de mer. Ce modèle pourrait correspondre à tous les échinides atélostomes (spatangoïdes & holastéroïdes) qui, outre la présence d’un caecum gastrique bien développé et rempli de liquide, ont en commun d’être fouisseurs, et d’entretenir une circulation d’eau dans leur terrier grâce à des clavules groupés en fascioles.

14 - Abstract -

ABSTRACT

Spatangoids (burrowed deposit-feeding echinoids) hâve a large caecum, which opens at the beginning of the stomach, the gastric caecum. It is aiways swollen, filled with a colorless liquid whose nature is unknown; sédiments ingested by sea urchins fill the rest of the digestive tract but never enter in the caecum. The function of the gastric caecum is unclear: it would secrete enzymes in the stomach, would be a site of absorption, and/or would harbor a cellulolytic microflora. By taking as model one of the most studied burrowing echinoids, Echinocardium cordatum, this study attempts to highiight the rôle of the gastric caecum by examining its contents. Results indicate that the gastric caecum of E. cordatum contains seawater. Seawater inflow into the caecum was visualized using dye. The caecal liquid and the surrounding seav\/ater were demonstrated to hâve similar characteristics; the same osmolarity, the same suspended particles and the same bacterial communities. The gastric caecum contains suspended organic matter (détritus, transient bacteria) and is aiso involved in absorption. Absorption and transfer of glucose were compared between the gastric caecum, the stomach and the intestine, using a particular experimental device: the Ussing chamber. The results showed that the enterocytes of the caecum and of the intestine were more involved in glucose transfer to the coelomic cavity than those of the stomach. Seawater circulation in the digestive tube is tentatively described. Seawater currents along the body of the sea urchin originate from the sédiment surface and reach the mouth; this circulation is generated by ciliae of specialized spines, the clavules. Peristalsis of the esophagus and of the siphon induces seawater to enter the mouth and to move along the digestive tube. Part of this water enters the siphon, being then transported to the intestine, and driven outside via the anus. Seawater that has not been taken by the siphon can reach the opening of the gastric caecum. A system of grooves occurring at the entrance of the caecum extends from the anterior stomach to the proximal part of the caecum where it is flagellated; these grooves could transport seawater in the caecal lumen. Différences in osmotic pressures between the caecal liquid and the coelomic liquid could transfer water from the caecum to the coelomic cavity. A similar uptake of water could then be removed from the coelom through the wall of the intestinal caecum, and water be eliminated from the digestive tube via the anus. According to our observations, the gastric caecum could be specialized in digestion and absorption of detrital organic matter occurring in seawater. If this hypothesis is correct, E. cordatum would be a deposit-feeder feeding both on the détritus fraction of the sédiments and on that of seawater. This model could fit ail Atelostomata echinoids (spatangoids & holasteroids) which, besides the presence of a well-developed gastric caecum filled with

15 - Abstract - liquid, hâve in common the burrowing behaviour, and the maintenance of seawater currents in their burrows owing to the action of clavules grouped into fascioles.

16 - Table des matières -

TABLE DES MATIÈRES

Préface...... 5

Remerciements...... 7

Résumé...... 13

Abstract...... 15

Table des matières...... 17

Introduction...... 19 1. Généralités...... 19 2. Définition du caecum digestif...... 20 3. Les caecums digestifs dans le Règne Animal...... 20 3.1. Présence et rôles...... 20 3.2. Morphologie des entérocytes...... 32 3.3. Conclusions...... 34 4. Le caecum gastrique des échinides...... 34 4.1. Anatomie du tube digestif - bref rappel...... 34 4.2. Le caecum gastrique des échinides ‘réguliers’...... 35 4.3. Le caecum gastrique des échinides irréguliers...... 35 5. Le spatangue Echinocardium cordatum...... 37 5.1. Comportement alimentaire...... 39 5.2. Morphologie du tube digestif...... 40

But du travail...... 43

Chapitre 1 : Présence d'un caecum rempli d'eau de mer chez Echinocardium cordatum (Echinoidea : Spatangoida)...... 45

Chapitre 2 : Origine des bactéries rencontrées dans le caecum gastrique de l'échinide dépositivore Echinocardium cordatum...... 53

Chapitre 3 : Transfert et incorporation de D-glucose à travers la paroi digestive du caecum gastrique, de l'estomac et de l'intestin de l'échinide Echinocardium cordatum...... 63

Chapitre 4 : Présence et rôle possible des gouttières flagellées dans le caecum gastrique di'Echinocardium cordatum (Echinoidea : Spatangoida) - une courte note...... 73

Chapitre 5 : Origine et plasticité évolutive du caecum gastrique chez les oursins (Echinodermata : Echinoidea)...... 81

17 - Table des matières -

Discussion...... 115

Postface...... 125

Bibliographie...... 127

18 - Introduction -

INTRODUCTION

1. Généralités

Les animaux, en tant qu’hétérotrophes, prélèvent de la matière organique dans leur environnement pour assurer leurs besoins énergétiques et réaliser leurs propres synthèses. Le système digestif la transforme et réalise quatre étapes principales: l’ingestion, la digestion, l’absorption et l’élimination des fèces à l’extérieur (Campbell & Reece 2004). La plupart des animaux^ présentent un système digestif tubulaire ouvert à ses deux extrémités et comportant, de la bouche à l’anus, une région proximale (le stomodéum ou ‘foregut’), une région médiane (l’entéron ou ‘midgut’), et une région distale (le proctodéum ou ‘hindgut’). La région médiane est endodermique, les régions proximale et distale sont ectodermiques (Fig.1). Ces régions se spécialisent et se partagent les rôles suivants : l’ingestion pour la région proximale, la digestion et l’absorption pour la région médiane et la défécation pour la région distale (Ruppert et al. 2004). Dans certaines lignées du Règne Animal, un ou plusieurs organes en cul-de-sac se développent à partir de l’entéron, il s’agit des caecums digestifs, objets de ce travail.

Proboscis Stornach" (retracted) Cecum Midgut Proboscis (everted) Intestine.

Foregut < Pharynx ,^ f' /Anu; Esophagus Hindgut -«^Rectum

Figure 1. Régionalisation du tube digestif chez les animaux\ (d’après Ruppert et al. 2004)

’ Nous n’abordons pas ici les porifères dont la nutrition est principalement réalisée par filtration au niveau des chambres choanocytaires, les radiaires et les plathelminthes qui possèdent une cavité digestive à un seul orifice et non ou peu régionalisée.

19 - Introduction -

2. Définition du caecum digestif

Le caecum digestif^ est un diverticule simple ou ramifié s'ouvrant dans l’entéron (Jennings 1965, Ruppert et al. 2004). Il est donc associé, soit à la région stomacale, soit à la région intestinale et est endodermique. Il peut présenter de nombreuses morphologies ; tubes simples (comme chez les insectes), tubes ramifiés (comme chez les chélicérates), poches de formes diverses (comme chez les mammifères). Les caecums peuvent sécréter et/ou absorber, recevoir ou non le bol alimentaire, et abriter ou non une microflore symbiotique. Celle-ci, composée de bactéries, de protozoaires et de mycètes, participe à la digestion des aliments (généralement d’aliments peu ou pas digérables par l’hôte). L’épithélium limitant la lumière des caecums comporte habituellement des entérocytes glandulaires et/ou des entérocytes absorbants. Les enzymes sécrétées par les premiers participent à la digestion extracellulaire qui a lieu dans la lumière de l’organe ou dans celles de la région médiane du tube digestif (les sécrétions enzymatiques s’écoulent alors du caecum dans le tube digestif et leur activité complète généralement celle des enzymes stomacales). Les seconds absorbent les produits digérés extracellulairement ; ils peuvent être éventuellement des sites de digestion intracellulaire (Jennings 1965, Turquier 1989).

3. Les caecums digestifs dans le Règne Animal

3.1. Présence et rôles

Les caecums digestifs sont très communs dans le Règne Animal ; ils sont présents chez les némertes, les rotifères, les annélides, les échiures, les siponcles, les mollusques, les brachiopodes, les bryozoaires, les nématodes, les tardigrades, les arthropodes, les échinodermes et les chordés (Jennings 1965, Brusca & Brusca 1990, Ruppert et al. 2004). Ils peuvent être situés à différents endroits de l’entéron, par exemple : à l’entrée de la région stomacale (comme les diverticules caecaux des insectes), ou à la jonction entre l’estomac et l’intestin au niveau du pylore (comme chez les téléostéens). L’exposé qui suit, sans être exhaustif, a pour objectif de souligner la présence et la diversité fonctionnelle des caecums digestifs dans les différentes lignées du Règne Animal ; il est complété par un tableau récapitulatif (Tableau 1). Notons que le stomodéum et le proctodéum peuvent présenter des diverticules dont les fonctions sont généralement glandulaires, excrétrices ou/et émonctoires. Il ne s’agit pas de caecums digestifs au sens défini plus haut, mais certains d’entre eux

^ Précisons que selon les ouvrages, le terme ‘caecum’ peut concerner toutes les glandes s’ouvrant dans le tube digestif, y compris les glandes du stomodéum comme les glandes salivaires ou les glandes à poison, et les glandes du proctodéum, comme les glandes rectales des chondrichtyens. La définition utilisée ici est celle de Jennings (1965) et Ruppert et al. (2004), qui précise qu’un caecum digestif est un diverticule de l’entéron.

20 - Introduction - peuvent cependant participer à la digestion (Jennings 1965, Turquier 1989, Brusca & Brusca 1990, Ruppert et al. 2004) ; leur présence et fonctions sont relevées dans le tableau 1 et brièvement mentionnées dans le texte qui suit.

Némertes. Les caecums sont nombreux et Proboscis pore Cephalc lacuna ont la forme de dilatations le long de Clliated groove l’intestin, juste après la jonction avec Rhynchodeum Ocellus l’estomac (Fig.2). Ils auraient un rôle ^ Cephalic glands —Cérébral organ sécréteur (enzymes) et seraient capables de Rhynchocoel Mouth phagocyter des produits de la digestion. Les Protonephridium Pharynx entérocytes du caecum sont ciliés et Proboscis présentent des microvillosités apicales MidguI diverticulum (Gontcharoff 1961, Brusca & Brusca 1990). Gonad

Rotifères. Une paire de caecums digestifs Latéral vessel de forme arrondie est présente au début de Latéral nerve cord la région stomacale, juste à la suite de la jonction avec l’œsophage (Fig.3). Ces Retractor muscle caecums interviennent dans la sécrétion enzymatique. Leur lumière est délimitée par Caudal lacuna un syncytium et communique avec la lumière Figure 2. Anatomie d’un némerte. digestive par un orifice unique (de Beauchamp (d’après Ruppert et al. 2004) 1965, Ruppert et al. 2004). Annélides. Les oligochètes sont dépourvus de Mouth Buccal tube caecum digestif. Notons cependant que leur œsophage peut présenter une paire de Pharynx Salivary gland dilatations appelées glandes calciques, qui n’interviennent pas dans les processus Esophagus digestifs. Gastric gland

Chez les polychètes, les caecums sont Stomach localisés dans la région oesophagienne (comme chez Nereis virens) (Fig. 4), ou dans Intestine la région intestinale (comme chez Aphrodita aculeata). Dans le premier cas, ils participent à Cloaca la sécrétion enzymatique. Dans le second, ils Anus augmentent de surface de contact avec le bol Figure 3. Anatomie du tube digestif d’un alimentaire et sont absorbants ; ils auraient rotifère. (d’après Ruppert ©La/. 2004)

21 Caecums Diverticules du Diverticules du Digestion Digestion Taxons Absorption Stockage Autres fonctions Références Tableau diaestifs stomodeum oroctodeum extracellulaire intracellulaire Némartas Cerebratulus fuscus I II Gontcharoff 1961 Rotifèrai

Notommata veroleti E E de Beauchamp 1965 1.

Annélldaa polychètes Tableau Nereis virens OO Brusca & Brusca 1990 Aphrodite aculeata I I II Fauvel 1959 Annéildas hirudinés

EEE E E Mann 1962

Hirudo medecinali s récapitulatif Piscicola geometni E/l O* O/E E/l E/l E/l Harant & Grassé 1959 diverticules Echiuraa Achaetoboneltia macuiata R R Dawydoff 1959 BonatUa viridis R R Pilger 1993 Slponclas

Golfingia elongata I R R Tétry 1959 de

du Sipuncutus nudus R R Hyman 1959 la

Molluaquaa solénogastraa tube présence Proneomenia vagans E/1 E/l E/l E/l Fisher-Piette & Franc 1960a Molluaquaa polyplacophores

Nuttailochiton hyadesi E E E Fisher-Piette & Franc 1960b digestif Molluaquaa monoplacophores

Neopilina galathea E E E E Lemche & WIngstrand 1960 et

Molluaquaa gastéropodes des dans Monodonta lineate E E E E E Franc 1968

Eoiidia papillosa EO O/E E E E Franc 1968 rôles

Achatina fulica EO O/E EE E Franc 1968 le

Mollusques bivalves Régne

Mytiius edulls E E E E E Franc 1960 des Glossus humanus E E E E E Franc 1960

caecums

Mollusques céphalopodes Animal. Sapia officinalis E E E E Mangoid & Bidder 1969 Octopus vulgaris E E E E Mangoid & Bidder 1989 Mollusques scaphopodes

E E E E E Fisher-Piette & Franc 1968

Dentalium infractum digestifs Brachiopoda* Unguia unguia E EE de Beauchamp 1960 Terabratalla sp. E E E de Beauchamp 1960

Bryozoaires et des Plumatella fungosa E E E Brien 1960 Bowarbankia sp. E E E Brusca & Brusca 1990

Nématodes autres Halicothytanchus sp. O O Sasser & Jenkins 1960 Dujardinla sp. O O De Coninck 1965 OIE O/E O Bourdelle & Grassé 1955

Caecums Diverticules du Diverticules du Digestion Digestion Tableau Taxons Absorption Stockage Autres fonctions Références digestifs stomodeum proctodeum extracellulaire intracellulaire Arthropodes chéMcérates Limulus sp. M M M Page 1949a

Tegeneria sp. M !❖ M M M K* Millot 1949 1.

Androctonus sp. M !❖ M M M M K* Turquier 1989 Tableau Caminetia sp. M K* M M M !❖ Krantz 1971 Chilophoxus charybdaeus M M M M Page 1949b Arthropodes crustacés

Phi/oscia muscorum M M M M Ceccaldi 1994 récapitulatif Orchestia cavimana MM M Ceccaldi 1994 diverticules Cancer sp. M M M MM Ceccaldi 1994 Arthropodes myriapodes Lithobius sp. K- Kaestner 1968 Arthropodes insectes

Locusta migratoria M !❖ MM !❖ Gillott 2005 de

M* !❖ !❖ du

Blissus leucopterus M M Gillott 2005 !❖ / U K* la Kalotermes flavicoUis 1 Smith & Douglas 1987

tube Echinodermes crinoïdes présence Antedon biftda 1 1 Jangoux 1982a

Echinodermes astéries digestif Astropecten aurantiacus Py R Py Py/R Py/R Py R Jangoux 1982b

Asterias rubens Py R Py Py/R Py/R Py R Jangoux 1982b et

Echinodermes échinides des dans Cassidulus pacificus E E Agasslz 1872

Echinocardium cordatum E/ U E E/l E E/l De Ridder & Jangoux 1993 rôles

Chordés céphalochordés le

Branchiostoma lanceolatum E E E E E Jennings 1965 Règne

Chordés chondrichtyens des Squalius sp. RR Burger & Hess 1960

acms caecum

Chordés téléostéens nmal. Anim Me/langius sp. Py Py Py Bertin 1958 Cocorella atlantica Py Py py Wassersug & Johnson 1976 Chordés chéloniens

Chelonia midas U 1 Bjomdal 1979 digestifs Chordés lacertiliens Iguana iguana U 1 Stevens & Hume 1998 Chordés oiseaux 1* 1 Portmann 1950

Calodromas sp. et Gallus gallus U 1 Portmann 1950

Chordés mammifères des Phascolarctos cinereus 1* 1 Douglas 1994

Allouatta sp. U 1 Douglas 1994 autres Oryctolagus cuniculus 1* 1 Irlbeck 2001 Bos taurus o*/i* O/l 1 Mc Donald ef al. 1973

Tursiops tursio O/E O/ E O Bourdelle & Grassé 1955

E = estomac I = intestin M = mésentéron O = oesophage Py = pylore R = rectum ♦ = microflore symbiotique s tubes de Malpighi - Introduction - aussi un rôle émonctoire (Fauvel 1959, Jennings 1965, Brusca & Brusca 1990). Chez les hirudinés, l’estomac porte généralement de 1 à 11 paires de caecums et l’intestin, 4 paires (Fig. 4); tous ces caecums assurent le stockage du bol alimentaire, et participent à sa digestion et à son absorption. Certaines espèces d’hirudinés possèdent des diverticules oesophagiens (‘glandes oesophagiennes’) abritant des bactéries symbiotiques qui participeraient à l’hémolyse (Harant & Grassé 1959, Mann 1962, Ruppert et al. 2004).

Figure 4. Anatomie des annélides : polychète (à gauche), hirudiné (à droite), (d’après Ruppert e< a/. 2004)

Echiures. Ces animaux sont dépourvus de caecums digestifs. Notons que le rectum porte des diverticules tubulaires (tubes simples ou ramifiés) qui auraient un rôle émonctoire (Fig.6) (Dawidoff 1959, Pilger 1993). Siponcles. Chez certaines espèces, l’intestin présente des caecums digestifs glandulaires digités (sécrétion enzymatique) (Tétry 1959). Par ailleurs, un diverticule rectal peut être présent et former une simple dilatation ; son rôle n’est pas connu (Hyman 1959). Mollusques. Dans cette lignée animale riche en espèces, les caecums digestifs prennent des formes diverses et assurent des fonctions variées. De manière générale, les mollusques possèdent une paire de volumineux caecums digestifs ramifiés appelés glandes digestives ou hépatopancréas (Fig. 7A). Ces caecums Figure 6. Anatomie d’un échiure. (d’après Ruppert et al. 2004) 24 - Introduction -

cavtty Pii4ucOuS ANTERIOR

Intestine Anus Sativary gland

cavity gland

Momn Raduia

Viscéral nervecoros p«jal nerve corda

Intestinal

Minor

Anterior éKXia Duct of digestive cecum

atrium Gastric shield Es(X)hagus aorta Softing Nephridtum

Mouth Pc«lerKX adduclor muscle Anus Latxâi Exhalant siphon Anierior adduclor Inhalant siphon

POSTERIOR Gastric cecurri

dorsal Jaw Buccal Ogestive duct

üpper )aw Parx:reas Lips POSTERIOR ANTERKDR

Lower faw

Jaw Slomach Raduia htuscte

Odont(^)hore VENTRAL

Figure 7. Anatomie des mollusques ; archétype (A), tube digestif d’un gastéropode (B), bivalve (C), tube digestif d’un céphalopode (D), scaphopode (E). (d'après Rupperteia/. 2004)

25 - Introduction - débouchent dans la partie antérieure de l’estomac. Ils sécrètent des enzymes, sont absorbants et stockent des réserves. Un troisième caecum, le sac du style, peut également s’ouvrir dans l’estomac ; il contient une tige muco-protéique solide (le style) imprégnée d’enzymes. Le style est synthétisé par les cellules du sac. Entraîné par les mouvements ciliaires, il tourne sur lui-même et s’érode continuellement sur le bouclier gastrique de l’estomac libérant ainsi les enzymes (Portmann 1960, Ruppert et al. 2004, Brusca & Brusca 1990). Les monoplacophores, les bivalves et les gastéropodes (Fig.7B) présentent cette organisation générale. Notons cependant que les solénogastres, les polyplacophores, les bivalves, les céphalopodes et les scaphopodes présentent des particularités. Les solénogastres sont dépourvus d’hépatopancréas et possèdent de nombreux caecums tubuleux le long de l’estomac et de l’intestin. Ces derniers sécrètent des enzymes digestives et participent à l’absorption (Fisher-Piette & Franc 1960a). Chez les polyplacophores, la digestion est quasi entièrement extracellulaire, les enzymes assurant cette digestion sont produites par le caecum stomacal. Cet organe intervient également dans l’absorption. Le sac du style est absent dans cette lignée (Fisher-Piette & Franc 1960b). Chez les bivalves, contrairement aux autres lignées de mollusques, l’hépatopancréas est bordé de cellules qui assurent uniquement la phagocytose de la matière organique digérée dans l’estomac et ne participent donc pas à la production enzymatique (Fig.7C). Celle-ci est assurée par les sécrétions des cellules de l’estomac et par l’érosion du style (Jennings 1965). L’estomac peut également présenter un caecum spiralé appelé capuchon dorsal qui augmente la surface de contact avec la nourriture (Franc 1960). Les céphalopodes possèdent un ’hépatopancréas classique’, mais s’ouvrant dans un volumineux caecum spiralé qui débouche à la fin de l’estomac ; le caecum spiralé participe à l’absorption et à la sécrétion enzymatique (Mangold & Bidder 1989). Notons que les céphalopodes possèdent un diverticule rectal, la poche à encre dont les sécrétions ont un rôle défensif (Fig.7D) (Ruppert et al. 2004). Enfin, les scaphopodes ne présentent que quelques caecums digestifs stomacaux qui sécrètent des enzymes digestives, participent à l’absorption et assurent la phagocytose (Fig.7E) (Fisher-Piette & Franc 1968, Ruppert étal. 2004). Brachiopodes. De nombreux caecums digestifs en forme de tubes ramifiés s’ouvrent dans l’estomac. Ces caecums participent à l’absorption ; les entérocytes endocytent et digèrent intracellulairement les produits issus de la digestion extracellulaire (Fig.8) (de Beauchamp 1960, Ruppert étal. 2004).

26 - Introduction -

Shell CoelomK: canal m mantle O Ventral Brachium mantle k>be Teniâcles

Chaetae Maniig_caÿflv Mouth Oigesttve cecum Abduclor muscle Gonad Coelom Adjustor Melanephrldium rTHJSCle

Heart Digestive Abductcx adduclor •Aperture ceca muscle muscles Pedicle openings

Nep^foslome Blind intestine Pedicle Adductor muscle

Figure 8. Anatomie d’un brachiopode : vue dorsale (A), coupe sagittale (B), (d’après Ruppert et al. 2004)

Bryozoaires. Le caecum digestif forme une poche volumineuse qui s’ouvre dans la région stomacale entre le cardia et le Dtlaior muscle pylore. Il assure l’absorption; ses Pariétal, muscle entérocytes endocytent et digèrent Lophophore intracellulairement les produits issus de la digestion extracellulaire (Fig.9) (Brien Pariétal muscle 1960, Brusca & Brusca 1990).

InterzoOKJal pore Testis on fuTNcuius Nématodes. Les nématodes sont Fi^icular cord Metacoel Cuticle Reiractor muscle dépourvus de caecum digestif. Notons Epidermts Mésothélium cependant que certaines espèces Zooecmm possèdent un diverticule stomodéal Figure 9. Anatomie d’un bryozoaire. (d'après Ruppert et al. 2004) tubulaire, la glande oesophagienne qui, située à la jonction entre l’oesophage et l’intestin, sécrète des enzymes digestives (Sassar & Jenkins 1960, De Coninck 1965, Brusca & Brusca 1990). Arthropodes. Les arthropodes possèdent au moins une paire de caecums digestifs tubulaires à la jonction entre le stomodeum et l’entéron. Ces caecums peuvent être plus nombreux ou très volumineux et envahir la cavité générale de l’animal (Jennings 1965, Ruppert et al. 2004). Notons chez les arthropodes terrestres la présence des tubes de Malpighi à la fin de l’entéron (dans l’iléon), dont le rôle est excréteur (Vandel 1949, Ruppert et al. 2004). Les chélicérates possèdent de nombreuses paires de caecums digestifs, par exemple ; quatre paires dans le prosome suivies d’un nombre variable dans l’opisthosome chez les aranéides.Ces caecums sécrètent généralement des enzymes digestives et sont absorbants. 27 - Introduction -

A Dtgeslive ceca Ostium Pumpmg slomach Pef

Cloacal charr4>er

Cheiicefâl Ovary

Rectum

Anus

Pharynx \ Trachea Spinr^et Digeslive Ovtduct : cecum Trachéal Mouth Subesophageai SiH( glands spiracle Gônopore Pedipaip ganglon Pulmonary sinus Copulalory pore Fang

Antérolatéral artery B Anterkx aorta Ostium Heart antenna Brain j Posterior aorta Cardiac stomach Pykxic stomach J Roslfum Intestine

Eye statk Muscles

1 St antenna Telson Bladder

Uropod Ventral nerve \ cord ^ . Ventral Nephridium abdominal artery pieopod

Mouth------ist pieopod (rTxxjified Ventral thoracic for sperm transfer) artery Sperm duct Sternal artery

5th pereopod

MolTMorvôr tuhulm

Figure 10. Anatomie des arthropodes : chélicérate (A), crustacé (B), insecte (C). (d'après Ruppert et al. 2004)

28 - Introduction -

L’intestin présente également une poche stercorale près des tubes de Malpighi. Cette poche stocke des fèces ainsi que les produits excrétés par les tubes de Malpighi avant leur élimination par l’anus (Fig. 10A) (Millot 1949, Brusca & Brusca 1990). Les crustacés possèdent une ou plusieurs paires de caecums digestifs (tubes simples ou ramifiés) (Fig.lOB), appelés hépatopancréas comme chez les mollusques. Ces caecums sécrètent des enzymes digestives, sont absorbants et stockent du glycogène (Ceccaldi 1994, Ruppert étal. 2004). Les myriapodes n’ont pas de caecums digestifs (Kaestner 1968). Chez les insectes, de nombreux caecums digestifs s’ouvrent à la jonction entre le gésier et le mesentéron (Fig.10C). Ces caecums sécrètent des enzymes et sont absorbants. Dans quelques cas, les caecums abritent aussi des bactéries dont le rôle n’est pas identifié, comme chez l’hémiptère Blissus leucopterus (Gillott 2005). Dans d’autres cas, la microflore symbiotique des caecums est intracellulaire (mycétocytes, bactériocytes) et fournit à l’hôte des acides aminés essentiels et de la vitamine B, comme chez les Cerambycidae et les Chrysomelidae (Douglas 1994). Chez les termites, l’intestin développe une large poche qui abrite une microfiore symbiotique dominée par des protozoaires et des bactéries qui participent à la digestion de la lignocellulose (Smith & Douglas 1987). Echinodermes. Les ophiures et les holothuries sont dépourvues de caecums digestifs. Ces derniers sont cependant présents dans les 3 autres classes (Hyman 1955, Ruppert et al. 2004). Chez les crinoïdes, l’estomac porte de nombreux caecums digestifs qui forment des poches simples ou des structures arborescentes. Leur fonction n’est pas connue (Fig.11) (Jangoux 1982a, Brusca & Brusca 1990). Chez les astéries, on observe, généralement, dans la partie pylorique de l’estomac, cinq paires de caecums digestifs (une par radius) qui assurent la sécrétion enzymatique, l’absorption (complétée par une digestion intracellulaire) et stockent des réserves énergétiques (Fig.12). La fin de l’intestin peut également présenter une paire de caecums rectaux dont le rôle est à la fois émonctoire et absorbant (Bouillon & Jangoux 1970, Jangoux 1976, 1982b, 1982c, Chia & Koss 1994).

29 - Introduction -

Chez les échinides, les caecums digestifs sont souvent bien développés chez les irréguliers et discrets chez les ‘réguliers’ (De Ridder & Jangoux 1982). Chez les échinides irréguliers, tant

pytortque \ Caecum l’estomac que l’intestin peuvent le pylorique J pylorique présenter des caecums digestifs. Les caecums stomacaux (gastriques) sont présents chez les Atelostomata (De Ridder & Jangoux 1982). Ils ont la forme d’une poche volumineuse et Figure 12. Anatomie du tube digestif d’une astérie, allongée ; ils seraient sécréteurs et (d’après Jangoux. 1982c) absorbants (De Ridder & Jangoux, 1982, 1993) et abriteraient une microfiore symbiotique (Thorsen 1999). Par contre, le caecum intestinal n’est présent que chez quelques espèces de spatangues (De Ridder 1994); il abrite une microflore symbiotique (De Ridder et al. 1985b, Temara et al. 1991, Temara & De Ridder 1992, Thorsen 2002, De Ridder & Brigmon 2003, Gomes da Siva et al. 2006), est absorbant (De Ridder & Jangoux 1993) et a aussi un rôle émonctoire (Warnau et al. 1998). Certains échinides irréguliers clypeastéroïdes (Scutellina) possèdent des caecums tubulaires ou en poches arrondies le long de l’intestin ; ces caecums ne sont présents que chez les juvéniles et leur fonction est peu connue : bourrés de sédiments, ils auraient un rôle de lestage (Chia 1973, Mooi & Chang-Po 1996). Enfin, les échinides ‘réguliers’ possèdent un caecum en début de parcours stomacal ; il forme une poche plus ou moins profonde dont la fonction est méconnue (De Ridder & Jangoux 1982). Les caecums gastriques des échinides seront abordés plus en détail en fin d’introduction (voir point 4.2 et 4.3). Chordés. Dans notre lignée zoologique, on distingue une grande variété de caecums digestifs, tant dans leur forme que dans leur localisation. Notons, chez les vertébrés, la présence systématique de 2 glandes digestives s’ouvrant au début de l’intestin : le pancréas et le foie. Le premier a un rôle à la fois endocrine et exocrine (sécrétions d’enzymes digestives). Le second, outre son rôle hématopoïétique, assure le stockage des glucides et des lipides, et produit les sels biliaires qui facilitent l’absorption des lipides du bol alimentaire (Turquier 1989). Leur ontogenèse permet de les considérer comme des caecums digestifs très spécialisés (Turquier 1989, Gilbert 2004). Enfin, bien qu’ils ne jouent aucun rôle dans les processus digestifs, les poumons dérivent également de l’entéron (Gilbert 2004).

30 - Introduction -

Food partiales Pharynx Intestine

Vélum Water (iarval mouth) Atrium Atriopore Mouth Post-atrioporal atrium

Figure 13. Anatomie du tube digestif d’un céphalochordé. (d'après Ruppertefa/. 2004)

Les céphalochordés ont un caecum qualifié d’hépatique, qui forme un tube aveugle et s’ouvre dans la partie antérieure de l’entéron (Fig.13). Ce caecum participe à la fois à la sécrétion enzymatique, à l’absorption, à la digestion intracellulaire et au stockage de réserves (Jennings 1965, Ruppert étal. 2004, Brusca & Brusca 1990). La diversité morphologique des tubes digestifs des vertébrés est illustrée par la Figure 14. Les chondrichtyens n’ont pas de caecum digestif ; notons cependant la présence d’un diverticule du proctodeum, la glande rectale, qui est une glande à sel et participe à l’osmorégulation (Burger & Hess 1960). La majorité des téléostéens possèdent, à la jonction entre l’estomac et l’intestin, un nombre variable de caecums digestifs tubulaires (les caecums pyloriques) qui ont un rôle digestif et absorbant (Jennings 1965). Notons que chez les ‘poissons’, la vessie natatoire dérive

Figure 14. Anatomie du tube digestif de vertébrés (foie et pancréas non représentés). Œsophage (1), estomac (2), duodénum (3), intestin (4), petit intestin (5), gros intestin (6), colon (7), rectum (8) (d’après une source non identifiée issue d'Internet) - Introduction -

également de l'entéron et qu’elle n’intervient pas dans les processus digestifs (Bertin 1958, Beaumont & Cassier 2005). Chez les ‘reptiles’, certains chéloniens et lacertiliens possèdent un caecum digestif. Chez les premiers comme chez les seconds, le caecum est situé à l’intersection de l’intestin grêle et du colon, et abrite une microflore symbiotique assurant la digestion de la cellulose (Guibé 1970, Bjorndal 1979, Stevens & Hume 1998). Les oiseaux possèdent généralement à la jonction entre l’intestin et le rectum une paire de caecums digestifs tubulaires (simples ou ramifiés), appelés caecums rectaux ; ils abritent une microflore symbiotique participant à la digestion de la cellulose (Portmann 1950, Jennings 1965). Chez les mammifères, l’oesophage, l’estomac et l’intestin peuvent former des caecums digestifs consistant en des poches plus ou moins largement ouvertes sur le tube digestif. D’une manière générale, ces caecums sont présents chez les animaux végétariens et abritent une microflore symbiotique assurant la digestion de la cellulose (Smith & Douglas 1987). La présence de caecums stomacaux et/ou oesophagiens est relevée chez les marsupiaux Macropodiae (kangourous), les xénarthres Bradipodidae (paresseux), les primates Colobinae (colobes), les artiodactyles (familles des Hippopotamidae et des Camelidae, et les ruminants). Un caecum oesophagien est également présent chez des cétacés piscivores ; chez les dauphins (Delphinidae), il stocke les aliments et participe à leur digestion. La présence d’un caecum intestinal (entre l’iléon et le colon) est relevée chez les rongeurs, les lagomorphes, les périssodactyles (chevaux, rhinocéros, tapirs,...), les proboscidiens (éléphants), les damans, et les ruminants. Ce caecum renferme une microflore symbiotique qui participe à la digestion de la cellulose (Jennings 1965, Mc Donald et al. 1973, Irlbeck 2001, Ross et al. 1989, Beaumont & Cassier 2005, Moyes & Schulte 2008).

3.2. Morphologie des entérocytes

La lumière des caecums est bordée d’entérocytes qui constituent l’épithélium digestif (Fig.15A). Turquier (1989) précise que, malgré leur grande diversité morphologique, la majorité des caecums comportent les mêmes types d’entérocytes que ceux bordant le reste de l’entéron. Ces cellules sont, en règle générale, absorbantes et bordées de microvillosités apicales. Certaines sont aussi glandulaires et sécrètent des enzymes digestives. Elles peuvent alors présenter des cycles d’activité alternant sécrétion et absorption comme les caecums digestifs des céphalopodes ou des chélicérates (Fig.15B,C). Selon les cas, les entérocytes peuvent aussi accumuler des réserves énergétiques sous forme de glycogène et/ou de lipides. Des entérocytes ciliés ou flagellés peuvent être présents et assurer la circulation du bol alimentaire (particulaire ou liquide) vers ou dans le caecum. C’est le cas

32 - Introduction -

Figure 15. Exemples d’entérocytes des caecums digestifs et cycle d'activités. Insecte (A), céphalopode (B), chélicérate (C). a & ai, 32 - phase d’absorption, s & si, S2 - phase de sécrétion, d - phase de digestion et d’exocytose. ( A, C, d'après Turquier 1989 ; B, d’après Mangold et Bidder 1989) des entérocytes des caecums pyloriques des astéries et des caecums digestifs (hépatopancréas) des mollusques (Jangoux 1982b, Mangold & Bidder 1989, Turquier 1989). Enfin, chez les vertébrés, le foie et le pancréas sont des ‘caecums’ très particuliers car leur fonction digestive est exclusivement glandulaire (sécrétion de bile, ou d’enzymes) ; en outre.

33 - Introduction - ils participent à d’autres fonctions (endocrine, détoxification, hématopoïétique). Ces ‘caecums’ très spécialisés ont une structure histologique différente de celle du reste du tube digestif (Turquier 1989); elle n’est pas présentée ici.

3.3. Conclusions

Au terme de l’inventaire morphofonctionnel réalisé dans les pages précédentes, il ressort que : (1 ) La majorité des caecums digestifs remplissent un double rôle : à la fois sécréteur (digestion extracellulaire) et absorbant, une situation logique puisqu’ils prolongent l’entéron qui, par définition, remplit ces mêmes fonctions. (2) À l’exception des cas particuliers du foie et du pancréas, deux spécialisations fonctionnelles sont remarquables : la digestion intracellulaire et le maintien d’une microflore digestive. La digestion intracellulaire est particuliérement fréquente ; elle concerne des animaux très différents quant à leur mode de vie et leur morphologie (mollusques, arthropodes, étoiles de mer,...). Le maintien d’une microflore digestive dans les caecums est, par contre, un événement rare et accompagne le plus souvent un régime alimentaire phytophage. (3) Dans la majorité des cas, le bol alimentaire (digéré ou non) pénètre dans les caecums digestifs (à l’exception des glandes comme le foie et le pancréas).

4. Le caecum gastrique des échinides

4.1. Anatomie du tube digestif - bref rappel

Chez les échinides, le tube digestif forme typiquement deux spires plus ou moins festonnées (l’estomac et l’intestin), situées à hauteur de l’ambitus et superposées, et circulant à contre-sens (Fig.16) (De Ridder & Jangoux 1982). Deux tronçons droits relient respectivement la bouche à l’estomac et l’intestin à l’anus. Il s’agit Anstotie's lantefn d’une part du pharynx qui fait suite à la cavité buccale et de l’œsophage qui débouche dans l’estomac, et d’autre part du rectum qui relie Figure 16. Anatomie d'un échinide ‘régulier’. l’intestin à l’anus. Chez les échinides (d’après Ruppert et al.. 2004)

34 - Introduction - pourvus d’une lanterne d’Aristote, la cavité buccale et le pharynx sont situés dans la lanterne. Un tube, le siphon (présent chez la majorité des échinides) ou une gouttière ciliée (présente chez les cidaroïdes et les échinothurioïdes) longe l’estomac (Fig. 17) ; le siphon prend naissance au début de l’estomac et termine son parcours en s’ouvrant au début de l’intestin (certaines espèces de spatangues possèdent un deuxième siphon le long de l’estomac et d’une partie de l’intestin). Gouttières et siphons assurent la circulation de l’eau de mer ‘bue’ par l’oursin le long du tube digestif (Coe 1912, Cuénot 1948). La paroi digestive comporte généralement trois assises qui sont, de la lumière digestive à la cavité cœlomique, un épithélium digestif, un tissu conjonctif et un mésothélium. Le tissu conjonctif peut être creusé de lacunes hémales, éventuellement en relation avec des canaux hémaux longeant le tube digestif. Les cellules mésothéliales peuvent être musculaires et former deux assises (correspondant à la ‘musculature’ circulaire et longitudinale du tube digestif) (De Ridder & Jangoux 1982). La grande majorité des échinides, les Euechinoidea, possède un caecum gastrique s’ouvrant au début de l’estomac. Quelques espèces d’Atelostomata parmi les spatangues, présentent aussi un caecum intestinal.

4.2. Le caecum gastrique des échinides ‘réguliers’

Présent chez la majorité des échinides, le caecum gastrique est plus ou moins développé. Chez les échinides réguliers, sa forme varie d’une légère ‘boursouflure’ chez les Arbacioida ou les Salenioida à une poche profonde chez les Echinothurioida et les Diadematoida (De Ridder & Jangoux 1982). Il présente les mêmes caractéristiques histologiques que le reste de l’estomac (Tokin & Filimonova 1977) et sa fonction n’est pas bien comprise .

4.3. Le caecum gastrique des échinides irréguliers

Chez les échinides irréguliers, la morphologie du caecum varie selon les groupes. Il est très développé et a la forme d’une poche triangulaire, très profonde chez tous les Atelostomata (spatangoïdes et holastéroïdes). Par contre, sa présence chez les Neognathostomata est plus incertaine. A l’emplacement habituel du caecum gastrique et s’ouvrant dans l’estomac, on observe des petites digitations (cas des cassiduloïdes) (Gladfelter 1978) ou des petits nodules (cas des clypeastéroides Arachnoididae et Mellitidae) ; ces derniers peuvent contenir des grains de sable (Gregory 1905). Ni leur structure ni leur rôle n’ont été étudiés. L’histologie du caecum gastrique qui a été décrite chez quelques espèces de spatangues, met en évidence l’extrême minceur de sa paroi, l’organe étant quasi transparent (Hoffmann 1871, Koehler 1883, De Ridder 1986, De Ridder & Jangoux 1993). Le mésothélium est peu développé et les fibres musculaires sont étroites et éparses. L’assise de tissu conjonctif est

35 - Introduction -

Cidaroida Cidtiridea

Echinothuiioida Micropygoida Aspidodiadematoida Diadematoida Pedinoida t stem-group Carinacea

Calycina

Echinacea

t stem-group trregularia t Holactypoida Echinoneoida £

Neognathostomata

Phar * Eso | Stom

AULOOONTA

Figure 17. Arbre phylogénétique des échinides (en haut) et tubes digestifs schématisés (déroulés) dans différents groupes (en bas). Les zones hachurées indiquent la localisation des cellules muqueuses. Caec - caecum gastrique, Eso - œsophage, Int - intestin, Phar - pharynx, Rec - rectum. Si - siphon. Si Gr - gouttière ciliée, Stom - estomac (d’après Kroh & Smith 2010 (en haut) et Holland & Ghiselin 1970 (en bas))

36 - Introduction - mince et creusée de nombreuses lacunes hémales, en relation avec deux canaux hémaux marginaux qui longent le caecum (Koehler 1883, De Ridder & Jangoux 1993). Par rapport aux deux assises précédentes, l’épithélium digestif est très développé. Il s'agit d’un épithélium simple cylindrique constitué par un seul type cellulaire: l’entérocyte complexe (De Ridder & Jangoux 1993). L’entérocyte complexe est absorbant (microvillosités longues et ramifiées) et stocke des réserves de lipides ; il présente un cycle d’activités au cours duquel la présence de vacuoles à contenu hétérogène (lysosomes secondaires ?) et de vésicules d’origine golgienne (lysosomes primaires ou grains de sécrétion ?) alterne avec celle d’un réticulum endoplasmique granulaire ‘hypertrophié’ encerclant de nombreuses inclusions lipidiques (De Ridder & Jangoux 1993). L’énorme caecum gastrique des holastéroïdes et des spatangoïdes interpelle. Il ne contient jamais de sédiment malgré le comportement psammivore de ces animaux et est toujours rempli d’un liquide incolore, de nature inconnue (De Ridder & Jangoux 1982, 1993). La fonction du caecum gastrique n’a été abordée que chez les spatangues. Agassiz (1872) et Koehler (1883) suggèrent que le caecum gastrique est un organe glandulaire dont les sécrétions enzymatiques s’écoulent dans la lumière de l’estomac. Pour Cuénot (1948), il s’agirait d’un organe absorbant. Pour De Ridder & Jangoux (1993) le caecum serait à la fois sécréteur et absorbant, mais la nature de son contenu est énigmatique. Enfin, pour Thorsen (1998, 1999), le caecum abrite une microflore symbiotique qui produit, par fermentation, des acides gras volatiles (acétate et propionate) utilisables par l’oursin ; cet auteur compare le caecum gastrique à une chambre de fermentation proche de celle des ruminants. Cependant, aucune de ces hypothèses n’identifie la nature du contenu liquide du caecum, ni n’envisage son origine et sa circulation éventuelle. Le caecum gastrique des Atelostomata, malgré sa taille et sa présence chez toutes les espèces, reste donc un organe méconnu. Ce travail s’intéressant plus particulièrement à une espèce d’Atelostomata, le spatangue Echinocardium cordatum (Pennant 1777), nous clôturerons cette introduction en rappelant quelques traits de sa biologie.

5. Le spatangue Echinocardium cordatum

A l’heure actuelle, Echinocardium cordatum est certainement l’espèce la plus étudiée au sein des Spatangoida : son anatomie, sa physiologie et son écologie ont fait l’objet de nombreux travaux (e.g., Nichols 1959a.c Buchanan 1966, Péquignat 1970, Higgins 1974, Bromley & Asgaard 1975, Smith 1980, De Ridder et al. 1985a-b, De Ridder 1986, 1987, De Ridder et al. 1987, Cramer 1991, Kanazawa 1992, De Ridder & Jangoux 1993, Osinga et al. 1997, Warnau étal. 1998, Thorsen 1998, 1999, Nunes & Jangoux 2007).

37 - Introduction -

E. cordatum est un oursin fouisseur (endobionte) et psammivore (i.e. ‘mangeur de sable’). Il vit principalement dans l’infra- littoral et le ci rca-littoral jusqu’à 200 m de profondeur (plateau continental) et localement, se retrouve aussi dans les bas niveaux de l’étage médio-littoral (Ursin 1960). Sa distribution géographique est étendue : l’espèce serait cosmopolite (Ursin 1960, Rowe & Gates 1995). E. cordatum vit dans un terrier à une profondeur de 5 à 20 centimètres dans les sédiments (Fig. 18). Ce terrier se prolonge verticalement par une cheminée ouverte en Figure 18. £. cordatum dans son terrier (d'après De Ridder 1986) entonnoir à la surface des sédiments, et horizontalement par un drain sanitaire postérieur (Fig.19). Cheminée et drain sanitaire sont creusés et entretenus (cavités consolidées par du mucus) par des podions pénicillés, situés respectivement à l’apex de l’oursin, au centre du fasciole interne, et postérieurement dans le fasciole subanal (Nichols 1959a,b, Buchanan 1966, Smith 1980). La cheminée permet une circulation d’eau au sein du terrier et assure l’oxygénation de l’animal (Nichols 1959a Forster-Smith 1978, Enderlein 2004). Les clavules, petits piquants à la fois glandulaires (sécrétion de mucus) et ciliés, créent et entretiennent cette circulation; les clavules sont localisés selon des tracés Figure 19. £. cordatum dans son terrier (schéma), c - cheminée, ds - drain sanitaire, podi - phyllopode, particuliers, les fascioles et n’existent que pods - podia digité de l’ambulacre antérieur, pods - podia digité de la région subanale chez les atélostomes (Nichols 1959a, (d’après Nichols 1959a) Whyatt Durham et al. 1966, Hanot et a/. 1990)

38 - Introduction -

L’eau emprunte la cheminée, arrive au niveau du système apical de l’oursin puis, emprunte les 5 ambulacres pour atteindre ia face oraie de l’animal. Ce trajet emprunte notamment les 4 ambulacres latéro-dorsaux pourvus de podions respiratoires. Sur ia face orale, l’eau est dirigée en partie vers la bouche et en partie, postérieurement, vers le drain sanitaire (Fig.20).

5.1. Comportement alimentaire

E. cordatum ingère à la fois des sédiments profonds et des sédiments de surface. Les sédiments profonds sont prélevés à hauteur du terrier par les phyllopodes. Les sédiments de surface empruntent ia cheminée. Leur parcours vers la bouche est assuré par un Figure 20. Circulation de l’eau à la surface du appareil collecteur complexe (De Ridder et corps d’E. cordatum. al. 1987). Ils sont d’abord piégés En haut - vue postéro-latérale. En bas - vue orale, (d’après Nichols 1959a) passivement dans l’entonnoir avec des particules détritiques balayées à la surface des sédiments par les courants. Les particules (grains de sable et détritus d’origine variée) dévalent la cheminée et aboutissent au début de l’ambulacre antérieur creusé en une gouttière, qui s’étend de i’apex à la face orale de l’oursin. Différents types de piquants y assurent le déplacement et l’enrobage muqueux des particules. En fin de parcours ambulacraire, les particules sont tassées en un cordon muqueux qui tombe sur le fond du terrier où elles sont prélevées par les phyllopodes (des podions pénicillés péribuccaux) qui les larguent dans la bouche. E. cordatum se nourrit des particules détritiques associées aux sédiments (De Ridder et al. 1985a), et l’accès aux sédiments de surface plus riches en particules détritiques est donc important. Cette importance est soulignée par l’ingestion préférentielle de sédiments de surface chez les animaux placés au Jeûne (De Ridder 1987). Ces observations vont dans le sens de celles de Nichols (1959tM;) et Péquignat (1970). Ces auteurs ont montré que les oursins tendent à séjourner plus longtemps dans les zones où les sédiments superficiels sont riches en matière organique: leurs podions apicaux sont alors particulièrement actifs et prélèvent sélectivement des détritus ou des grains de sable riches en matière organique.

39 - Introduction -

5.2. Morphologie du tube digestif

Comme chez tous les échinides, le tube digestif forme deux spires horizontales et superposées qui circulent à contre-sens. Les spires ne sont pas festonnées. La première, inférieure, appelée estomac, est reliée à l’oesophage (Fig.21). Ce dernier part de la bouche (toujours béante) et forme un tronçon rectiligne et oblique. La seconde, supérieure, appelée intestin, mène au rectum, autre tronçon rectiligne et oblique mais terminé par l’anus. Un conduit, le siphon, court- circuite l’estomac et s’ouvre d’un côté à

Figure 21. Tube digestif d'E. cordatum (schéma), la fin de l’estomac proximal et de a - anus, as - estomac antérieur, e - esophaghus, gc - l’autre, à la jonction estomac - intestin. caecum gastrique, i - intestin, ic - caecum intestinal, is - estomac intermédiaire, m - bouche, ps - estomac Deux caecums complètent ce postérieur, r - rectum, s - siphon. (d'après De Ridder & Jangoux 1993) système : un caecum gastrique et un caecum intestinal (De Ridder & Jangoux 1982) (Fig.21 & 22). Fonctionnellement, on reconnaît trois régions digestives : (1) une région antérieure, à la fois motrice (péristaltisme intense) et spécialisée dans la sécrétion de mucus, (2) une région médiane, à la fois digestive (sécrétion enzymatique) et absorbante, et (3) une région postérieure à la fois motrice (péristaltisme intense), absorbante et excrétrice (De Ridder & Jangoux 1993). Cette succession fonctionnelle est particulièrement tranchée car chacune de ces régions comporte des entérocytes particuliers

OA OP EA El : EP I R

Figure 22. Tube digestif déroulé d’E. cordatum (schéma). Cl - caecum gastrique, C2 - caecum intestinal, ea - estomac antérieur, ei - estomac intermédiaire, ep - estomac postérieur, i - intestin, oa - oesophage antérieur, op - oesophage postérieur, r - rectum, s - siphon (d’après De Ridder & Jangoux 1993)

40 - Introduction - et très typés, distincts des entérocytes simples (absorbants) présents tout le long du tube digestif. Précisons que l’épithélium digestif est absorbant dans toutes les régions du tube digestif (microvillosités, vésicules de pinocytose, mitochondries apicales). La région antérieure (oesophage + estomac antérieur) est caractérisée par la présence de mucocytes (entérocytes sphéruleux et spumeux). Au niveau de l’estomac antérieur, peu avant l’ouverture du siphon, les entérocytes spumeux sont organisés en acini profondément enfoncés dans le tissu conjonctif sous-jacent. Ces glandes sécrètent du mucus qui compacte les sédiments et libère un espace entre la paroi digestive et le bol alimentaire. Cet espace permet la circulation de l’eau ingérée et empêche l’entrée de sable dans le siphon. La région médiane (estomac intermédiaire et postérieur) serait sécrétrice (enzymes digestives?). Elle comprend deux compartiments. Le premier (estomac intermédiaire) est caractérisé par la présence de canalicules intercellulaires formant un réseau à l’apex de l’épithélium digestif ; les entérocytes y sont tous des entérocytes à grains protéiniques. Le second (estomac postérieur + caecum gastrique) comporte essentiellement des entérocytes complexes ; ces cellules présentent un cytoplasme dont les constituants (grains à contenu homogène ou hétérogène, réticulum endoplasmique rugueux périnucléaire développé ou non) varient au cours du temps présumant d’un cycle d’activité particulier qui ferait intervenir, d’une part, la sécrétion d’enzymes extracellulaires et, d’autre part, l’absorption des produits digérés (Fig.23).

Figure 23. Entérocytes complexes du caecum gastrique (à gauche) et entérocytes simples du caecum instestinal d’E. cordatum (à droite). (d’après De Ridder & Jangoux 1993)

41 - Introduction -

La région distale (intestin, rectum, caecum intestinal) est bordée quasi exclusivement d’entérocytes simples. Dans le caecum intestinal, les entérocytes simples possèdent non seulement des villosités apicales, mais aussi des replis membranaires basaux auxquels sont associées de nombreuses mitochondries. Warnau et ses collaborateurs (1998) ont démontré que ces cellules sont capables d’éliminer dans le caecum du rouge de chlorophénol, un colorant éliminé sélectivement par les reins de vertébrés. Ils attribuent ainsi à ces cellules un rôle proche de celui des cellules des tubes proximaux des reins de vertébrés (Fig.23). Enfin, le tube digestif d’E. cordatum possède un dispositif assurant la circulation d’eau de mer dans le tube digestif, et qui pourrait permettre d’exploiter la matière organique dissoute. Ce dispositif met en jeu le siphon, un organe à la fois moteur (véritable pompe à eau) et absorbant, et une région épithéliale caractérisée dans le drainage de l’eau (les canalicules intraépithéliaux de l’estomac médian) (De Ridder & Jangoux 1993).

42 - But du travail -

BUT DU TRAVAIL

Les spatangues possèdent un volumineux caecum qui s’ouvre au début de l’estomac et qui s’étend sur toute la longueur du corps de l’animal en occupant une part importante de la cavité cœlomique dans sa portion aborale. Ce caecum gastrique est toujours rempli d’un liquide incolore dont la nature est inconnue. Étonnamment, les sédiments qui remplissent le reste du tube digestif (siphon excepté), n’y pénètrent pas. Si les sédiments constituent bien le bol alimentaire, la situation observée ici est particulière puisque le bol alimentaire n’entre pas dans le caecum, ce qui, chez les autres animaux, ne s’observe que dans le cas de ‘caecums’ devenus des glandes spécialisées. Plusieurs fonctions sont attribuées au caecum gastrique des spatangues: il serait glandulaire, absorbant et abriterait une microflore symbiotique.

L’objectif de la thèse est de cerner le rôle du caecum gastrique, en s’intéressant à son contenu. Cette approche originale vise à déterminer la nature et l’origine du liquide qu’il contient, et sa participation à la nutrition. Le modèle étudié est l‘espèce Echinocardium cordatum, qui est particulièrement accessible le long des côtes atlantiques françaises (Bretagne, Nord, Pas-de-Calais) et dont la biologie est, par ailleurs, bien documentée.

Ce travail comporte cinq chapitres. Les deux premiers chapitres s’intéressent au contenu du caecum. Le premier porte sur l’origine et la nature du contenu liquide, et le deuxième, sur les communautés bactériennes que l’on y rencontre. Les chapitres 3 et 4 s’intéressent plus particulièrement au contenant, c’est-à-dire à l’organe et à ses fonctions. Le chapitre 3 est une analyse comparative des capacités d’absorption du caecum, de l’estomac et de l’intestin. Le chapitre 4 est une approche morphologique ciblée, recherchant l’élément moteur qui pourrait générer l’entrée de liquide dans le caecum. Enfin, le chapitre 5 est une approche phylogénétique qui s’intéresse à l’émergence du caecum gastrique et à son évolution chez les échinides; elle propose également une relation entre l’évolution du caecum et le mode de vie de l’animal.

43 - Chapitre 1 -

CHAPITRE 1

Présence d’un caecum rempli d’eau de mer chez Echinocardium cordatum (Echinoidea : Spatangoida)

Gauthier Rolet, Alexander Ziegler & Chantal De Ridder

Résumé

Les spatangues (‘oursins des sables’) sont des organismes fouisseurs qui utilisent la matière organique associée aux sédiments comme source de nourriture. Les sédiments remplissent quasi tout leur tube digestif à l’exception de deux organes : le siphon et le caecum gastrique. Le siphon est un tube qui prend naissance au début de l’estomac et aboutit au début de l’intestin ; il véhicule de l’eau de mer vers l’intestin par le biais du péristaltisme de sa musculature. Le caecum gastrique forme une poche profonde s’ouvrant au début de l’estomac ; il est toujours gorgé de liquide dont la nature est inconnue. Cette étude a pour but d’identifier la nature et l’origine du liquide caecal chez l’espèce Echinocardium cordatum. Notre approche compte trois étapes : (1) suivre les mouvements d’eau de mer colorée de la bouche jusqu’à la lumière du caecum, (2) comparer l’osmolarité du liquide caecal à celui de l’eau de mer et du liquide coelomique, et (3) détailler, par microscopie optique et électronique, le contenu particulaire du caecum gastrique. De plus, nous avons également utilisé l’imagerie à résonance magnétique (IRM) afin de révéler l’absence de sédiments dans le caecum gastrique. Nos mesures d’osmolarité montrent que le liquide coelomique est significativement plus concentré que le liquide du caecum, lequel présente une osmolarité similaire à celle de l’eau de mer environnante. L’IRM confirme qu’aucun sédiment n’entre dans le caecum gastrique. Les observations microscopiques ont mis en évidence des particules détritiques en suspension dans le liquide du caecum identiques à celles retrouvées dans l’eau de mer prélevée dans l’environnement direct de l’oursin. Nous pensons que le liquide contenu dans le caecum gastrique serait essentiellement de l’eau de mer, et nous proposons un scénario qui pourrait expliquer la circulation de l’eau au sein d’E. cordatum. Dans ce contexte, le caecum gastrique pourrait agir comme un piège interne pour capturer la matière organique particulaire contenue dans l’eau de mer. Nous émettons l’hypothèse que les spatangues auraient adopté, secondairement, un mode de nutrition suspensivore en complément du régime principal dépositivore.

45 - Chapitre 1 -

Journal of the Marine Biologiaü Association of the United Kingdom. 2012, 92(2), 379-385. 0 Marine Biologicai Association of lhe United Kingdom. 2011 doi:io.ioi7/Soo253i54nooi433 Presence of a seawater-filled caecum in Echinocardium cordatum (Echinoidea: Spatangoida)

GAUTHIER ROLEt', ALEXANDER ZIEGLER^ AND CHANTAL DE RIDDEr‘ ‘Laboratoire de Biologie Marine (CP160/15). Université Libre de Bruxelles, 50 Avenue Franklin D. Roosevelt, 1050 Bruxelles, Belgium, ‘Muséum of Comparative Zoology, Harvard University, 26 Oxford Street, Cambridge, MA 02138, USA

Heart urchins (Echinoidea: Spatangoida) are considered infaunal deposit feeding sea urchins that utilize the surrounding sédiment as a source of nutrients. Sédiment occupies most of the digestive tract lumen but never enters the gastric caecum, a prominent structure that is fiUed with a transparent fluid. The aim of this study was to shed light on the nature of the fluid found inside the gastric caecum of a well-studied spatangoid species, Echinocardium cordatum. Our con clusions are based on a three-step-approach: firstly, byfoüowing the movement of dyed seawaterfrom the mouth up to the caecal lumen; secondly, by comparing the osmolarity of various bodyfluids; and thirdly, by describing the particulate content of the gastric caecum. In addition, we employed magnetic résonance imaging (MRI) to reveal the absence of sédiment within the gastric caecum. Our osmolarity measurements show that the coelomic fluid is significantly more concentrated than the caecal fluid, which in tum has an osmolarity similar to seawater. MRI reveals that the gastric caecum, in contrast to the rest of the digestive tract, is always devoid of sédiment. Light and électron microscopy observations reveal the presence of a variety of detrital particles suspended in the caecal fluid that are identical to those occurring in seawater sampled over the seafloor. We argue that the fluid fiüing the gastric caecum must be predominantly seawater, and we propose a scénario that explains seawater circulation in E. cordatum. In this context, the gastric caecum could act as an internai trop for sus pended particulate organic matter. We hypothesize that spatangoid sea urchins could hâve adopted internai suspension feeding as a secondary feeding mode in addition to deposit feeding.

Keywords; Echinoidea, Irregularia, Spatangoida, Echinocardium, gastric caecum, gut content, trophic status, suspension feeding, deposit feeding

Submitted 20 December 201a; accqtted 11 luly 2011; first pubUshed onbne 31 August 2011

INTRODUCTION (Chesher, 1963; De Ridder et al., 1987). In these animais, sédi ment occupies most of the digestive tract lumen but is pre- Two basic modes of feeding that correlate with their epifaunal sumably never présent in the siphon and the gastric caecum, or infaunal lifestyles hâve been adopted by sea urchins structures that remain fluid-filled. The siphon is a slender (Echinodermata: Echinoidea). ‘Regular sea urchins use tube that bypasses the stomach by opening at the distal part Aristotle’s lantem to rasp or bite algae, seagrasses, encrusting of the oesophagus and by rejoining the digestive tract at the organisms, sessile animais, or carrion. Some ‘regular’ sea proximal part of the intestine. The siphon actively pumps sea urchin species are exclusively herbivorous, while others are water from the oesophagus to the intestine, most likely in generalists (De Ridder & Lawrence, 1982). In contrast, irregu- order to provide it with oxygenated water (Stott, 1955) and lar sea urchins are deposit feeders that feed on organic matter to avoid dilution of the enzyme-rich contents of the contained within the underlying or surrounding sédiment. stomach (Buchanan, 1969), that is the main site of digestive Those irregular sea urchins still possessing Aristotle’s and absorptive processes (De Ridder et al, 1985). It has also lantem use it to rasp or crush biofilm-coated sédiment been suggested that the siphon could facilitate advancement grains, whereas those laddng it coUect sédiment grains using of the digestive tract content (Ferguson, 1969). In contrast mechanisms such as ‘podial particle picldng’ (Telford & to the siphon, the gastric caecum, a large, non-muscular Mooi, 1996). pouch (Figure 1), has only a single, slit-like opening which In Spatangoida, an abondant and distinctive taxon among branches ofï the anterior part of the stomach (De Ridder & echinoids, sédiment is carried to the mouth in a number of Jangoux, 1993: Ziegler et al, 2010). ways through the action of speciaÜzed spines and tube feet, Despite its prominent aspect, the gastric caecum has never usually following particular pathways along the body surface been the focus of physiological research and its précisé function remains unclear. It has been considered to be a glandular stmcture (Agassiz, 1872-1874), an absorptive organ (Cuénot, 1948; De Ridder 8t Jangoux, 1993), or a fermentation chamber CoiTcsponding authon G. Rolet filled with symbiotic microorganisms (Thorsen, 1998, 1999). Emai]: [email protected] Three macroscopically visible features of the gastric caecum

46 - Chapitre 1 -

Fig. 1. Anatomy of the digestive tract of the spatangoid sea urchin Echinocardium cordatum. (A) Aboral •sicw of the internai anatomy of a dissected spedmen. Note the semi-transparent gastric caecum between the opaque coils of the intestine (scale bar = i cm); (B) schematic drawing of the course of the digestive tract (modified from De Ridder & Jangoux, 1993) (scale bar = 1 cm); (C) Virtual horizontal section through a 3D magnetic résonance imaging dataset of a formalin-fixed speetmen at the level of the gastric caecum. Note the absence of sédiment from the caecal lumen (scale bar = 1 cm), a, anus; as, anterior stomach; e, oesophagus; gc, gastric caecum; I, intestine; ic, intestinal caecum; is, intermediate stomach; m, mouth; ps, posterior stomach; r, rectum; s, siphon.

are particularly remarkable; ils relatively large size, its thin, circuit aquarium. Seawater samples from the aquaria were almost transparent wall, and finally, its permanently swollen taken at the same time using stérile syringes. Each aquarium aspect in vivo. (25 cm height, 25 cm width and 45 cm length) contained a Différences in shape among irregular sea urchins (Ziegler 15 cm layer of the collected sédiment as well as five sea et al, 2008) as well as the evolutionary origin (Ziegler et al, urchins. 2010) of this enigmatic structure hâve recently been described. In order to visually trace seawater inside the digestive tract According to these results, a gastric caecum is found in most five sea urchins were kept in separate aquaria containing a sea urchin species. However, in ‘regular’ sea urchins its macro 10 cm thick layer of sédiment from the sampling site and scopie aspect does not differ from the rest of the digestive tract coloured seawater (1 M neutral red) for 30 and 60 minutes, and its size relative to the rest of the digestive tract is signifi- respectively, before being dissected. As a control, five more cantly smaller than in most irregular species. Therefore, a pre- sea urchins were kept in separate aquaria filled with unstained sumably more specialized gastric caecum occurs exclusively in seawater before dissection. The dissections were made from irregular sea urchins. and might appear to be an adaptation to the aboral side in order to access the gastric caecum directly the infaunal lifestyle prédominant in the Irregularia. and to collect caecal fluid (1 ml) with stérile syringes. The Echinocardium cordatum (Pennant, 1777) is the best- optical density (at 540 nm) of these samples was then analysed studied spatangoid species in terms of physiology and with a spectrophotometer (Thermo Scientific NanoDrop ecology' (see e.g. Nichok, I959a-c; Buchanan, 1966; 1000) in order to measure the concentration of neutral red. Péquignat, 1970; Higgins, 1974; Bromley & Asgaard, 1975; Since the data were not normally distributed, non-parametric Buchanan et al, 1980; Smith, 1980; De Ridder et al, 1985, tests were used to identify significant différences in the dataset. 1987; De Ridder, 1987; Cramer, 1991; Kanazawa, 1992; De Wilcoxon rank tests were used for comparison and analyses Ridder & Jangoux, 1993; Osinga et al, 1997; Thorsen, 1998, were performed with Systat 5.2.1 (Wilkinson, 1988). 1999; Wamau et al, 1998; De Amaral et al, 2007). To measure osmotic concentrations of body fluids, speci Specimens of this species live burrowed in fine- to medium- mens were dissected as described above and the caecal and grained sand (Nichols, 1959a; Buchanan, 1966), and the coelomic fluids were obtained with stérile syringes. In burrow is connected to the seawater through a vertical addition, seawater was sampled from the aquarium. Each chimney with a funneUed opening. This chimney serves as sample (1 ml) was centrifuged for 10 minutes at 2000 G an ‘umbilical cord’ towards the open seawater (De Ridder using a microcentrifuge (Tomy HF120). After centrifugation, et al, 1987), and allows both seawater circulation and sélective the osmotic concentration of the supernatant was measured trapping of détritus (De Ridder et al, 1985; Cramer, 1991). By with an osmometer (Vapro 5520). After normality of the focusing on the spatangoid species E. cordatum, the présent data was verified, analyses of variance (one-way ANOVA) study aims to shed light on the rôle of the gastric caecum. were performed using Systat 5.2.1. Directions of significant différences were obtained with a Tukey-Kramer post-hoc test (a — 0.05). MATERIALS AND METHODS In order to characterize the particles suspended in the caecal fluid and in seawater, contrast phase microscopy Fiffy specimens of Echinocardium cordatum (Pennant, 1777) (CPM) and scanning électron microscopy (SEM) were (Echinodermata: Echinoidea: Spatangoida; Loveniidae) were employed. Using CPM, seawater sampled over the seafloor collected in Wimereux (Pas-de-Calais, France) by digging in the surroundings of the animais as well as the caecal fluid on a sandy beach at low tide in March 2006, July 2009 and was observed. The caecal fluid (1 ml) was sampled with May 2011. Sédiment and seawater from the immédiate sur- stérile syringes after aboral dissection. Both samples (i.e. sea rounding area were simultaneously sampled. To measure the water and caecal fluid) were put on stérile microscope slides osmolarity, the caecal and the coelomic fluids were taken covered by stérile coverglasses and observed with a contrast from 15 individuals kept briefly in a recirculating open-water phase miCTOSCope (Leitz Diaplan). Diatoms found in these

47 - Chapitre 1 -

samples were identified, and four spedes were counted in minutes. The dyed seawater has been observed only inside order to compare their abundance. After normality of the the foregut and within the gastric caecum, but never in the data was verified, a Student’s f-test was performed using hindgut. Absorbance measurements of the caecal fluid reveal Systat 5.2.1. For SEM, only the caecal fluid was sampied a significant increase in colour over time (Figure 2). In the with stérile syringes and filtered through Durapore beginning (t=o minute), the absorbance reaches 0.12 + (Millipore) filters with a pore size of 0.22 p.m and a filter 0.021, while 30 minutes later, it has been raised to 0.282 + diameter of 25 mm in order to capture suspended particles 0.043 (T= 0.0121). FinaUy, at the end of the experiment, it and microorganisms. Subsequently, filters were fixed in reaches 0.53 ± 0.035 (R= 0.0088). Bouin’s fluid for 24 hours, rinsed with 70% éthanol until Osmolarity measurements of the coelomic and the caecal picric acid élimination, dehydrated in a graded éthanol fluids (N = 15) indicate that the osmolarity of the caecal sériés and finally coated with gold before SEM observation fluid (943.76 + 6.37 mOsm, P = 0.6612) and that of the sur- (IEOL-6100). For magnetic résonance imaging (MRI), rounding seawater (940.45 ± 5.68 mOsm, P = 0.6809) fifteen E. cordatum were dredged at depths between 40 and not differ significantly and that both of them were significantly 50 m in the North Sea ofî Helgoland in April 2006. Four indi- lower than the osmolarity of the coelomic fluid (956.21 + viduals were fixed in 7% formaldéhyde solution and trans- 5.69 mOsm, P = 0.0038; Figure 3). ferred to 70% éthanol for storage. For MRI, these specimens A variety of detrital particles do occur in the caecal fluid. were gradually immersed in distilled water and placed inside These particles were identified as plant (Figure 4A) or animal 50 ml Falcon tubes. Magnevist (Bayer-Schering) was added (Figure 4B) fragments, flocculent organic aggregates of unde- at a final concentration of 2 mM. Imaging was conducted termined origin (Figure 4C), and pipe-like structures resem- on a 7 T Pharmascan 70/16 AS pre-dinical scanner with a bling fungal sporangia sensu Egglishaw (1972) (Figure 4D). ‘H-resonance ffequency of 300 MHz (Bruker Biospin). The E^ capsules of parasitic platyhelminthes with an undulating maximum strength of the gradient System was 300 mT/m. A extremity were also reguiarly observed (Figure 4E). The most linear birdcage resonator with an inner diameter of 38 mm abundant particles were diatoms. Four spedes, namely was used for excitation and signal détection. A 3D FLASH Actinoptychus senarius (Ehrenberg) Ehrenberg, 1843, protocol with (81 |i,m)^ spatial resolution, (384)^ pixel Biddulphia pulchella Gray, 1821 (Figure 4F), Raphoneis amphi- matrix size, 6.7 ms écho time, 30 ms répétition time, 12 ceros (Ehrenberg) Ehrenberg, 1844 (Figure 4G) and averages, and a scan time of ~i5 hours was employed. Data Asterioneüopsis gladalis (Castracane) Round, 1990 acquisition was carried out with Paravision 4.0 (Bruker (Figure 4H) were systematically présent in ail the samples, Biospin). Image processing was carried out using Image) but were significantly less abundant in the caecal fluid as com- i.42q (NIH) and its Volume Viewer plugin. pared to the seawater samples (N = 15; Table 1).

RESULTS DISCUSSION

In ail the individuals studied by dissection (N = 50) and by Numerous burrowing deposit feeders hâve developed mech- MRI (N = 15), the gastric caecum was always completely anisms to collect sédiment ffom the seafloor surface. In free of sédiment and was fiUed with a transparent fluid Echinocardium cordatum, surface sédiment reaches the (Figure 1). animai by faUing down the chimney of the burrow. Once In sea urchins kept in dyed seawater (N = 5), the fluid of located on top of the animal, it is carried to the mouth by the gastric caecum turned red after approximately 30 specialized spines (De Ridder et ai, 1987). Within the oesophagus, the sédiment with its load of organic matter is moulded into a compact cylmder owing to intensive mucus sécrétion and to the peristalsis of the oesophagus and anterior

970

E c 0.4 * 960

S e § î 950 5 0.2 < i I 940 0.1 O§ 930 .

Time (min) 920 Fig. a. Absorbance measurements at 540 nm of samples frora the caecal fluid of Echinocardium cordatum for specimens placed in seawater (0 minute) and in seawater with neutral red (1 M) for 30 minutes and 60 minutes. According Fig. 3. Osmolarity measurements in raOsm of seawater (A), the caecal fluid to the Wilcoxon rank test, each sériés is signiiicantly different from the other (B), and the coelomic fluid (C). The asterisk (*) signifies a significant sériés (N = 5, a = 0.05). différence according to a Tukey-Kramer post-hoc test (N = 15, a = 0.05).

48 - Chapitre 1 -

Fig. 4. Contrast phase (A-E) and scanning électron (F-H) microscopie images of detrital particles from the caecal fluid of Echinocardium cordatum. (A) Plant fragment (scale bar = 25 p.m); (B) remains of chitinous fragments from a crustacean carapace (scale bar = 25 pjn); (C) organic aggregates of undetermined origin (scale bar = 25 |xm); (D) pipe-like structures, presumably fungal sporangia (scale bar = 25 jim); (E) tapered capsules with an undulating extremity, possibly egg capsules ofplatyhelminthes (scale bar = 100 p,m);(F-H) diatoms: Biddulphia pulcheOa on the leA mdActinoplychussenarius on theri^t (F, scale bar = 10 pun); Raphoneis amphiceros (G, scale bar = 10 pem); and Asierionellopsis gladalis (H, scale bar = 10 gm).

stomach (Holland & Ghiselin, 1970; De Ridder, 1987; De into its burrow (Foster-Smith, 1978). This well-described cir Ridder 81: Jangoux, 1993). culation is due to currents created by ciliated spines. It In addition, E. cordatum, like most infaunal organisms, conveys seawater first over the respiratory tube-feet and, also generates a steady influx of seawater from the seafloor later on, into the mouth and the sanitary drain (Nichols, 1959a, b; Buchanan, 1966). Owing to the even macroscopically visible peristaltic movements of the oesophagus and of the Table 1. Concentration of diatoms (/ml) within the caecal fluid as well as siphon, sea urchins in general are able to ingest seawater in the seawater originating from the area surrounding the spedmen (Stott, 1955: Buchanan, 1969; Fechter, 1972; Buchanan et al, (N=15, mean + SE), (f-test, 01=0.05). 1980; Hollertz & Duchêne, 2001). In E. cordatum, this

Diatom spedes Seawater Caecal fluid P pumping action allows seawater to be moved from the mouth to the proximal part of the stomach and more particu- Actinoptychus senarius 8.8±1.8 5.1+1.5 0.0231 larly towards the siphon and the slit-like opening of the gastric Asterionellopsis gratis 3.4±2.i 0.0317 7-4 +3-5 caecum (De Ridder, 1987; De Ridder & Jangoux, 1993). Biddulphia pulchella 9.6 ±2.2 2-4 ±1-9 0.0085 Seawater is then carried through the siphon to the intestine Raphoneis amphiceros 7.8 ±2.4 4-3 ±1-2 0.0175 where it is later eliminated through the anus. Our results

49 - Chapitre 1 -

demonstrate that seawater can also enter the gastric caecum by the organism itself) and particle interception (the organism and in fact constitutes most of its fluid content. Our con places specialized organs or appendages across these water clusions hâve been based on varions évidences. Firstly, v\dien currents). Based on the observations presented here, we individuals are kept in aquaria containing coloured seawater, hypothesize that the gastric caecum in E. cordatum, and prob- only the caecal fluid (as opposed to the coelomic fluid) ably also the gastric caecum found in other irregular sea becomes coloured. Secondly, osmolarity values of natural sea urchins, acts as an internai trap that intercepts suspended water and that of the caecal fluid are not significantly different. organic matter in seawater. Being trapped in the caecal Thirdly, the suspended particles occurring within the caecal lumen, these particles could then undergo digestion by bac- fluid correspond to a range of detrital particles that commonly terial activity (Thorsen, 1998, 1999) and/or the sécrétions of occur in seawater over the seafloor (Egglishaw, 1972, inter glandular enterocytes that are abondant in the gastric alia). The diatoms that were identified in the surrounding sea caecum (De Ridder & Jangoux, 1993). The general mor- water and within the caecum are phytoplanktonic species phology of the gastric caecum fits an absorptive function. (Hendey, 1974; M’Harzi, 1999; Homer, 2002; Muller, 2004) The well-developed microvilli, the occurrence of primary that must hâve accumulated on the seafloor after their death. and secondary lysosome-like vacuoles in the enterocytes, Movement of seawater into the non-muscular and and the extensive network of haemal lacunae within the bÜnd-ending gastric caecum appears at first sight rather caecal wall in spatangoids (De Ridder & Jangoux, 1993; improbable. However, since the coelomic fluid surrounding Ziegler et al, 2010) are indicative of nutrient exchange in the gastric caecum has a significantly higher osmolarity than this part of the digestive tract. that of the caecal fluid (Figure 3), an osmotic gradient exists Many irregular sea urchins and almost ail spatangoids across the relatively thin, almost transparent caecal wall. possess a well-developed gastric caecum (Ziegler et al, This leads us to hypothesize that osmotic pressure drives 2010). Since it is precisely these sea urchin taxa that hâve water molécules aaoss the caecal wall into the coelomic acquired a predominantly infaunal lifestyle, we hypothesize cavity. In tum, seawater ffom the lumen of the anterior that the development of the gastric caecum could be an adap stomach flows into the gastric caecum in order to replace tation of the irregular sea urchin digestive tube to optimize water lost to the coelomic cavity (Figure 5). In order to détritus exploitation, presumably as a response to restricted balance this influx into the coelomic cavity, a similar access to food sources. Through the gastric caecum acting as volume of fluid must retum to the digestive tract lumen an internai trap, partially as well as fuUy infaunal spatangoids (Fechter, 1972). This process could take place via the rectum could gain additional access to suspended particulate organic and the intestinal caecum. In these parts of the digestive matter in seawater. Spatangoid species could consequently tract, molécules ffom the coelomic cavity hâve been shown hâve adopted a generalized diet made of two complementary to move ffom the coelomic cavity towards the digestive tract feeding strategies (i.e. deposit and suspension feeding) and lumen, before escaping through the anus (Warnau et al, would therefore be particularly well adapted to exploit a 1998). wide range of détritus. Suspended organic particles in the Detrital particles are abondant in Coastal waters and are water column constitute a complementary food source in a used as a source of nutrients by a well-represented feeding clypeasteroid species {Dendraster excentricus) as demon- guild in the marine realm—the suspension feeders (see, for strated by Chia (1969) and Timko (1976), and in two spatan example, Margalef, 1967; Turquier, 1989). In order to catch goid species as suggested by Hollertz (1999) for Brissopsis suspended particles, these animais hâve developed a variety lyrifera and by Cramer (1991) for E. cordatum. of specialized mechanisms that involve two basic mechanical However, this additional feeding mode and its importance processes: use of water currents (whether generated or not in terms of food supply remain to be demonstrated. The évalu ation of the quantitative importance of the uptake of sus pended organic matter, observation of its extracellular and intracellular digestion within the caecum, investigation on the absorption of nutrients by enterocytes, and the identifi cation of the bacterial community found within the caecal fluid as compared to the bacterial community found in the surrounding seawater and the sédiment are aspects that remain to be studied in order to fuUy demonstrate that E. cordatum uses suspended particles as a complementary food source.

ACKNDWLEDGEMENTS

We are grateful to the Station Marine at Wimereux (Nord-Pas-de-Calais, France), the Biologische Anstalt

Fig. 5. Schematic drawing of the hypothetica] trajectory of water in Helgoland (Helgoland, Germany), and to André Péqueux Echinocardium cordatum. The digestive tract is drawn uncoiled. Small (Université de Liège, Belgium) for providing facilities. We arrows correspond to internai seavrater pathways, large arrows to water also thank Véronique Rousseau and Jean-Yves Parent flowing into and out of the animal. The ingested sédiment is represented in (Université Libre de Bruxelles, Belgium) for help with the grey: dark grey corresponds to the mucus-moulded sédiment coluran and identification of diatoms. We are grateful to Susanne light grey to scattered sédiment, a, anus; as, anterior stomach; cc, coelomic cavity; e, oesophagus; gc, gastric caecum; I, intestine; ic, intestinal caecum; is, Mueller (Charité-Universitàtsmedizin Berlin, Germany) for intermediate stomach; m, mouth; ps, posterior stomach; r, rectum; s = siphon. MRI support. Rich Mooi (California Academy of Sciences,

50 - Chapitre 1 -

San Francisco, USA), John Lawrence (University of South Egglishaw H.J. (1972) An experimental study of the breakdown of cellu Florida, Tampa, USA), and Michel Jangoux (Université lose in fast-flowing streams. In Melchiorri-Santolini U. and Hopton Libre de Bruxelles, Belgium) are acknowledged for their J.W. (eds) Détritus and its rôle in aquatic ecosystems. Proceedings of an IBP-UNESCO symposium. Memorie dellTstituto Italiano di encouraging comments on previous drafts of this paper. Idrobiologia 29, pp. 406-428. This study was supported by an FRFC grant (No. 2.4594.07) to Chantal De Ridder, and constitutes a contribution of the Fechter H. (1972) Untersuchung über den Wasserwechsel der Seeigel Centre Inter-universitaire de Biologie Marine (CIBIM). und seine Bedeutung fur Atmung und Exkretion. Helgolander Wissenschaftliche Meeresuntersuchungen 23, 80-99.

Ferguson J.C. (1969) Feeding, digestion and nutrition in Echinodermata. REFERENCES In Florkin M. and Scheer B.T. (eds) Chemical Zooiogy 3, 71-100.

Foster-Smith R.L. (1978) An analysis of water flow in tube-living animais. Agassiz A. (1872-1874) Révision of the Echini. lUustrated Catalogue of Journal of Experimental Marine Biology and Ecology 34, 73-95. the Muséum of Comparative Zooiogy 7.

Bromley R.G. and Asgaard U. (1975) Sédiment structures produced by a Hendey N.I. (1974) A revised check-list of British marine diatoms. spatangoid echinoid: a problem of préservation. Bulletin of the Journal of the Marine Biological Association of the United Kingdom Geological Society ofDenmark 24, 261 -281. 54. ï77-ioo.

Buchanan J.B. (1966) The biology of Echinocardium cordatum Higgins R.C. (1974) Spécifie status of Echinocardium cordatum, E. aus (Echinodennata: Spatangoidea) from different habitats. Journal of trale and E. zealandicum (Echinoidea: Spatangoida) around New the Marine Biological Association of the United Kingdom 46, 97-114. Zealand, with comments on the relation of morphological variation to environment. Journal of Zooiogy 173,451-475. Buchanan J.B. (1969) Feeding and control of volume within the tests of regular sea-urchins. Journal of Zooiogy 159, 51-64. Holland N.D. and Ghisdin M.T. (1970) A comparative study of gut mucous cells in thirty-seven species of the class Echinoidea Buchanan I.B., Brown B.E., Coombs T.L., Pirie B.J.S. and Allen ].A. (Echinodermata). Biological Bulletin. Marine Biological Laboratory, (1980) The accumulation of ferrie iron in the guts of some spatangoid Woods Hole 138, 286-305. echinoderms. Jourtutl of the Marine Biological Association of the United Kingdom 60, 631-640. HoUertz K. (1999) The response of Brissopsis lyrifera (Ecliinoidea: Spatangoida) to organic matter on the sédiment surface. In Chesher R.H. (1963) The morphology and fonction of the frontal ambu- Proceedings of the 5fh European Conférence on Echinoderms. lacrum of Moira atropos (Echinoidea; Spatangoida). Bulletin of Marine Rotterdam: A.A. Balkema Press, pp. 19-24. Science of the Gulfand Caribbean 13, 549-573.

Chia F.S. (1969) Some observations on the locomotion and feeding of HoUertz K. and Duchêne J.C. (2001) Burrowing behaviour and sédiment reworking in the heart urchin Brissopsis lyrifera Fotbes (Spatangoida). the sand dollar Dendraster excentricus (Eschscholtz). Journal of Experimental Marine Biology and Ecology 3,162-170. Marine Biology 139, 951-957.

Cramer A. (1991) Observations on spatial distribution, metabolism and Homer R.A. (2002) A taxonomie guide to some common marine phyto- feeding strategy of Echinocardium cordatum (Pennant) plankton. Dorchester, UK; Biopress Limited and Dorset Press. (Echinodermata) and the implicatiom for its energy budget, in Kanazawa K. (1992) Adaptation of test shape for burrowing and loco Metabalic activity al frontal Systems in the North Sea. PhD thesis. motion in spatangoid echinoids. Palaeontology 35, 733-750. Universiteit Amsterdam, The Netherlands. Margalef R. (1967) Laboratory analogues of estuarine plankton Systems. Cuénot L (1948) Anatomie, éthologie et systématique des échinodermes. In Lauff G.H. (ed.) Estuaries: perspectives in ecological theory. In Grassé P.P. (ed.) Traité de Zoologie, Volume 11. Paris; Masson, pp. American Association for the Advancement of Science Publication 1-363. No. 83,pp. 515-52>- De Amaral P., Nîmes C.D.A.P. and Jangoux M. (2007) Larval growth and periraetamorphosis in the echinoid Echinocardium cordatum M’Harzi A. (1999) Phytoplankton community structuring in some areas of (Echinodermata): the spatangoid way to become a sea urchin. the North Sea. PhD thesis. Vrije Universiteit Brussel, Belgium.

Zoomorphology 126, 103-119. MuUer Y. (2004) Faune et flore du littoral du Nord, du Pas-de-Calais et de De Ridder C. (1987) Mécanique digestive chez l’échinide fouisseur la Belgique: inventaire. Commission Régionale de Biologie de la Région Echinocardium cordatum (Echinodennata). Bulletin de la Société des Nord Pas-de-Calais. Sciences Naturelles de TOuest de la France Supplément HS, 65-71. Nichols D. (1959a) Changes in the chalk heart-urchin Micraster inter- De Ridder C, Jangoux M. and Van Impe E (1985) Food sélection and preted in relation to living forras. Philosophical Transactions of the absorption efhciency in the spatangoid echinoid, Echinocardium cor Royal Society London 242, 347-437. datum (Echinodennata). In Keegan B. and O’Connor B. (eds) Nichols D. (1959b) The histology of the tube-feet and clavulae of Proceedings of the sth Interruitional Echinoderm Conférence, Gaiway Echinocardium cordatum. Quarterly Journal of Microscopical Science 19S4. Rotterdam: AA. Balkema Press, pp. 245-251. 100, 73-87. De Ridder C., Jangoux M. and De Vos L. (1987) Frontal ambulacral and peribuccal areas of the spatangoid echinoid Echinocardium cordatum Nichols D. (1959c) Mode of life and taxonomy in irregular sea-urchins. In (Echinodennata): a hmctional entity in feeding mechanism. Marine Nichols D. (ed.) Taxonomy and geography, a symposium. Systematics Biology 94, 613-624. Association Publication No. 3, pp. 61-80.

De Ridder C. and Jangoux M. (1993) The digestive tract of the spatangoid Osinga R., Kop A.J., Malschaert J.F.P. and Van Duyl F.C. (1997) Effects echinoid Echinocardium cordatum (Echinodermata): morphofunc- of the sea urchin Echinocardium cordatum on bacterial production tional study. Acfa Zoologica 74, 337-351. and carbon flow in experimental benthic Systems under increasing organic loading Journal of Sea Research 37,109-121. De Ridder C. and Lawrence J. (1982) Food and feeding mechanisms: Echinoidea. In Jangoux M. and Lawrence J. (eds) Echinoderm nutri Péquignat CE (1970) Biologie des Echinocardium cordatum (Pennant) tion. Rotterdam; A.A. Balkema Press, pp. 97-115. de la Baie de Seine. Forma et Functio 2,121-168.

51 - Chapitre 1 -

Smith A.B. (1980) The structure and arrangement of echinoid tubercles. Wamau M., Temara A., Ameye L. and Jangoux M. (1998) The excretory Philosophical Transactions of the Royal Society B 289,1-54. fonction of the posterionnost part of the echinoid and holothuroid gut (Echinodermata). Comparative Biochemistry and Phpiology A 120» Stott F.C. (1955) The food canal of the sea*urchin Echinas esculentus L. 687-691. and its functions. Proceedings of the Zoologicaî Society of London 125, 63-86. Wilkinson L. (1988) Systat 5.2.1: the System for statistics. Evanton, IL: Systat. Telford M. and Mooi R. (1996) Podial particle picking in Cassidulus caribaearum (Echinodermata: Echinoidea) and the phyiogeny of sea Ziegler A., Faber C., Mueller S. and Bartolomaeos T. (2008) Systematic urchin feeding mechanisms. Biological Bulletin. Marine Biological comparison and reconstruction of sea urchin (Echinoidea) internai Laboratory, Woods Hole 191, 209-223. anatoray: a novel approach usii^ magnetic résonance imaging. BMC Biology 6, 33. Thorsen M.$. (1998) Microbial activity, oxygen status and fermentation and in the gut of the irregular sea urchin Echinocardium cordatum (Spatangoida; Echinodermata). Marine Biobgy 132, 423-433. Zie^er A., Mooi R.> Rolet G. and De Ridder C. (2010) Origin and evolutionary plastidty of the gastric caecum in sea urchins Thorsen M.S. (1999) Abondance and biomass of the gut-living microor- (Echinodermata: Echinoidea). BMC Evolutionary Biobgy 10, 313. ganisms in the irregular sea urchin Edjinocardium cordatum (Spatangoida: Echinodermata). Marine Biology 133, 353-360. Correspondence should be addressed to: Timko P.L. (1976) Sand dollars as suspension feeders: a new description G. Rolet of feeding in Dendraster excentricus. Biological Bulletin. Marine Laboratoire de Biologie Marine (CP160/15) Biological Laboratory, Woods Hole 151, 247-259. Université Libre de Bruxelles Turquier Y, (1989) L'organisme dans son milieu. Tome 1: les fonctions de 50 Avenue Franklin D. Roosevelt, 1050 Bruxelles, Belgium nutrition. Paris: Editions Doin. email: [email protected]

52 - Chapitre 2 -

CHAPITRE 2

Origine des bactéries rencontrées dans le caecum gastrique de l’échinide dépositivore Echinocardîum cordatum

Gauthier Rolet, Isabelle George & Chantal De Ridder

Résumé

Le caecum gastrique des spatangues forme une grande poche au début de l’estomac. Les spatangues ont un régime alimentaire de type ‘dépositivore’. Les sédiments remplissent la quasi totalité du tube digestif, à l’exception de ce caecum qui est rempli exclusivement de liquide. Son rôle n’est pas bien défini : sécréteur, absorbant et/ou abri pour microorganismes symbiotiques. La diversité de la microflore bactérienne, son origine et sa nature symbiotique ont été étudiées par PCR-DGGE (sur base du gène de l’ARN ribosomial 16S) et l’abondance des bactéries a été estimée par microscopie à épifluorescence après marquage DAPI. Afin de vérifier la présence de bactéries résidentes dans le caecum, la diversité bactérienne a été suivie saisonnièrement et comparée simultanément à celle retrouvée dans l’eau de mer environnante. Les résultats montrent que les communautés bactériennes du caecum gastrique et de l’eau de mer présentent des profils DGGE similaires, qui varient en fonction de la saison. Ils confirment le fait que l’eau de mer entre régulièrement dans le caecum. L’absence d’un profil DGGE spécifique pour le caecum gastrique nous indique également que la microflore bactérienne du caecum est d’avantage transitoire que résidente. Néanmoins, comme la DGGE fournit seulement une image grossière de la diversité bactérienne, d’autres études sont nécessaires pour identifier les différents taxons bactériens formant cette microflore. Quelle que soit la saison, les bactéries sont systématiquement plus abondantes dans le caecum gastrique que dans l’eau de mer environnante. Nous pensons que cette situation pourrait traduire une ‘survie’ momentanée des bactéries transitoires . Il est possible que ces bactéries contribuent à la nutrition de l’oursin soit par leurs activités métaboliques, soit en étant digérées.

53 - Chapitre 2 -

Origin of the bacteria occurring in the foregut caecum of the deposit-feeding echinoid Echinocardium cordatum

Gauthier Rolet\ Isabelle George’'^ & Chantal De Ridder’

^ Laboratoire de Biologie Marine (CP 160/15), Université Libre de Bruxelles, 50 Avenue Franklin D. Roosevelt, 1050 Bruxelles, Belgium ^Laboratoire des Ecosystèmes Aquatiques (CP 221), Université Libre de Bruxelles, Boulevard du Triomphe, 1050 Bruxelles, Belgium

ABSTRACT

The gastric caecum of spatangoid echinoids forms a deep pouch at the beginning of the stomach. Spatangoids are deposit-feeders. Sédiments fill most of their digestive régions but the gastric caecum remains exclusively filled with liquid. Its function is unclear: secretory and absorptive, and/ or involved in symbioses as a shelter for microorganisms. The diversity of the bacterial microflora, its origin and its symbiotic nature were investigated through PCR- DGGE analysis (targeting the 16S ribosomial RNA gene), and the abundance of bacteria was estimated by epifluorescence microscopy after DAPI staining. To visualize the occurrence of résidants in the caecum, the bacterial diversity was followed seasonally, and simultaneousiy compared with that of the surrounding seawater. Results showed that caecum and seawater bacterial communities had similar banding patterns and that these patterns vary seasonally. They corroborate that seawater regularly pénétrâtes the caecum. The lack of a spécifie bacterial fingerprint for the gastric caecum aiso indicates that the bacterial microflora is transient rather than résident. However, this needs further investigations as DGGE only provides a rough profile of bacterial diversity. Whatever the season, bacteria were more abondant in the gastric caecum than in the surrounding seawater. We hypothesize that they could penetrate and accumulate in this blind end organ as a resuit of seawater circulation. The fate of these bacteria was not investigated here; they could survive for a time, or be digested; in both cases, they are expected to provide nutritionel advantages.

KEYWORDS

Echinocardium cordatum, gastric caecum, transient bacteria, seawater, DAPI counts, DGGE

54 - Chapitre 2 -

INTRODUCTION

Spatangoids are burrowing deposit-feeders that ingest sédiments and feed on the associated organic matter, mainly détritus (De Ridder & Lawrence 1982, De Ridder et al. 1985a). Echinocardium cordatum is one of the most studied species of spatangoids (Nichols 1959b, Buchanan 1966, De Ridder et al. 1985a.b, De Ridder & Jangoux 1993). It lives burrowed in the sédiments and accesses the water column via a funneled extension of its burrow. Superficial sédiments and détritus that fall down this extension together with circulating seawater, are directed to the mouth, and ingested with the surrounding sédiments. Most régions of the digestive tube are consequently filled with sédiments. The morphology of the digestive tube is relatively uniform throughout the echinoids class (De Ridder & Jangoux 1982). Two superposed horizontal loops respectively form the stomach and the intestine. Two uncoiled portions, the esophagus (+ pharynx) and the rectum respectively connect the stomach to the mouth and the intestine to the anus. Spatangoid echinoids however départ from this simple digestive organization through the development of a conspicuous gastric caecum that opens in the proximal portion of the stomach (Ziegler et al. 2010). In most animais, digestive caeca or diverticula are secretory and/or absorptive (Moyes & Schulte 2008, Ahearn et al. 1992); they can aiso house gut symbionts that contribute to feeding (Harris 1993, De Ridder & Forest 2001). This is well documented in herbivorous animais that in most cases rely on their symbionts to digest structural plant polysaccharides (e.g., Mc Donald et al. 1973, Hungate 1988). Détritus feeders hâve developed a variety of interactions with bacteria. Détritus constitute by définition complex assemblages of dead and living organic matter, consisting of a variety of microorganisms (Plante et al. 1990). As food source, détritus undergo digestion prior to be ingested, a situation that fits the plug-flow Chemical reactor model and that usually does not require the participation of symbionts in a foregut caecum (Penry & Jumars 1987,1990, Plante étal. 1990). Therefore the large gastric caecum characterizing spatangoids is at first sight ‘unexpected’. Although its wide size and position, this caecum never contains sédiments and is aiways filled with liquid. Its function is unclear: secretory and absorptive (Koehler 1883, De Ridder & Jangoux 1993, Rolet & De Ridder 2012) and/ or involved in symbioses as a shelter for a spécifie microflora (Thorsen 1998,1999). According to Thorsen’s data, the caecum contains a complex microflora (Bacteria, Fungi, protozoans) that could dégradé refractile organic matter into simple components such as volatile fatty acids absorbable by the echinoid. Recently, Rolet and co-authors (2011) hâve suggested that seawater fills the caecum and transports organic matter that could contribute to feeding. The présent works has two related aims (1) verify that seawater regularly accesses the caecum, and (2) détermine if bacteria are permanent residents of the caecum (i.e., true symbionts). To fulfill those tasks the bacterial

55 - Chapitre 2 - diversity of the caecum will be comparée! with that of the surrounding seawater, and these comparisons will be repeated seasonally. The microbial diversity will be characterized by PCR-DGGE (Denaturing Gradient Gel Electrophoresis) analysis of 16S ribosomial RNA genes, and the abundance of bacteria will be estimated by counting DAPI (4’, 6-diamidino-2- phenyl-indole)- stained cells. DGGE analysis provides a rough estimation of the diversity of bacterial communities and on the occurrence of prédominant members (Muyzer et al. 1993, Gillan et al. 1998). It is considered here as a preliminary approach that will give a quick profile of the investigated communities.

MATERIALS AND METHODS

Collection of samples Echinocardium cordatum is an infra-littoral echinoid that is locally accessible in the mediolittoral zone at low tides (Ursin 1960, Buchanan 1966). Ten individuals per month were collected on the sandy beach of Wimereux (Pas-de-Calais, France) in September 2009, January, March and July 2010. Seawater surrounding the echinoid was simultaneousiy sampled in stérile tube. Echinoids were immediately transported to the laboratory and dissected by opening their aboral face to access the gastric caecum. The content of the gastric caecum was sampled with a stérile syringe. Each month, five samples were fixed with sterile-filtered 2% formaldéhyde in seawater (for DAPI bacteria counts) and the five other samples, frozen at -80°C (for DGGE analysis). DAPI cell counts Bacteria occurring in the gastric caecum and in seawater samples, kept in sterile-filtered 2% formaldéhyde in seawater were filtered (0.2 pm Isopore membrane filters), stained with 4’,6- diamidino-2-phenyl-indole (DAPI) (1 pg mf^) for 10 minutes in the dark, washed with 70% éthanol solution, and finally mounted on stérile microslide using Vectashield oil. Slides were examined with an epifluorescence microscope Leitz Diaplan under UV illumination (D filters block (n°513600): BP 355-425 nm excitation filter, RKP 455 dichromatic mirror & LP 460 suppression filter). Bacteria were counted in about 20 fields per sample and expressed as cells ml'^ of sample. Statistical analyses were performed with R Software. As data did satisfy to the normal conditions, Anova was performed to analyze the variance between samples and was followed by a Tukey-Kramer multiple comparisons of means. DNA Extraction Each sample (1ml) was filtered onto a 0.2 pm Isopore membrane filter using a sterilized Millipore Swinnex support filter screwed to a stérile syringe. Then, the filter was eut into small fragments with a stérile scalpel and collected into a stérile Eppendorf tube. In order to break the bacterial cell walls, 1 ml of stérile TE buffer (10 mM Tris, 1 mM EDTA, pH 8), 50 mg lysozyme (1 mg mf^) (Sigma Aldrich) and 1.2 pl of mutanolysin (40 pl mf^) (Sigma Aldrich)

56 - Chapitre 2 - were added to the sampie and mixed for 30 sec with a vortex before incubation at 37°C for 30 min. Then, to remove proteins, 100 pl of protéinase K (0.2 mg ml'^) (Sigma Aldrich) was added to the sampie and mixed for 1 min with a vortex before incubation at 60°C for 30 min. The sampie was then exposed to three successive beat shocks (-80°C for 10 min followed by 65“C for 5 min). Then, to separate DNA from cell débris, 5 ml of Phénol Chloroform Isoamyl alcohol (25:24:1, pH 7) (Sigma Aldrich) solution was added to the sampie and mixed for 30 sec (repeated 5 times) with a vortex. The upper liquid phase of each sampie was transferred into a safe lock gel tube (Eppendorf) and centrifuged at 13000 rpm for 5 min and then, the upper aqueous phase was collected. In order to precipitate the DNA, 100 pl of 3M sodium acetate solution (pH 5.2) and 600 pl of isopropanol solution (Fluka) were added. After one night at -20°C, each sampie was centrifugated at 14000 rpm at 4°C for 30 min. The supernatant was removed and the pellet was dried for 30 min. Then, it was re-suspended in 100 pl of stérile TE buffer. In order to remove traces of RNA in the samples, 5 pl of RNAse A (10 mg/ml) (Qiagen) was added and samples were incubated at 37°C for 20 min. Finally, DNA quality and quantity were checked for each sampie with a Nanodrop 1000 spectrophotometer (Thermo Scientific). PCR Amplification A 193-bp rDNA fragment was amplified from extracted DNA using primers GM5F-GC-clamp and 518R (Table 1). The GC-clamp is a 40-nucleotide, GC-rich sequence added to one primer to favour a stable melting behavior of the DNA fragments during migration in the DGGE gel (Muyzer et al. 1993). Each PCR mix (50 pl final volume) contained 1 pl of extracted DNA, F and R primers at a concentration of 0.5 pM each, 25 pl of GoTaq Green Mastermix (Promega), and stérile water. Stérile water was aiso used as négative control. Touch-down PCR amplification was performed using an Mastercycler thermocycler (Eppendorf) under the following conditions: 95°C for 5 min, 20 cycles (dénaturation at 94°C for 1 min, annealing at 65°C (the température was decreased by 1°C every cycle until the touchdown température of 56°C was reached) for 1 min, primer extension at 72°C for 1 min) followed by 5 cycles (94°C for 1 min, 55°C for 1 min, and 72°C for 1 min) and a final extension at 72°C for 10 min. Aliquots (4 pl) of amplification products were visualized by gel electrophoresis on 1% agarose gels. Migration was performed in IX TAE buffer (40 mM Tris-acetate pH 7.4, 20 mM acetate, 1 mM disodium EDTA) at 150V for 50 min and the gels were subsequently stained with ethidium bromide (0.5 mg f^) for 30 min. Amplicons were revealed with an UV- transillumination chamber (Bio-Rad Gel doc 2000) and analyzed with the Quantity One Software (Bio-Rad). Aliquots (3 pl) of the PCR products were used as templates for a second PCR amplification. The négative control was processed the same way to check that no

57 - Chapitre 2 - background had been amplified. The second PCR as well as gel visualization were performed as described above. DGGE Analysis Amplicons from the second PCR were analyzed by DGGE. Fourty-five pl of each were loaded onto a 10% polyacrylamide gel containing a 25-75% denaturing gradient (100% dénaturant correspond to 7 M urea and 40% formamide). Electrophoresis was performed for 16h at 75V and 25 mA (Bio-Rad DCode System) in 7 I of 0.5X TAE buffer at 60°C. After electrophoresis, gels were stained for 40 min in ethidium bromide solution and visualized as described above. After analysis, DGGE profiles were compared to each other by using the Sorensen’s index,

Cs = , a pairwise similarity coefficient (Murray et at. 1996, Gillan et al. 1998), where j is the number of DGGE bands common to samples 1 and 2, a is the number of DGGE bands of sample 1, and b is the number of DGGE bands of sample 2. A Cs value of 0 indicates that the samples are completely different, and a Cs value of 1 indicates that the samples are identical.

RESULTS

DAPI cell counts Bacterial cells densities are given in Figure 1 (mean ± standard errors, n=5). Bacterial cells were significantly more abondant in the gastric caecum than in seawater, by one to two orders of magnitude (p = 2.10'^®). This différence in bacterial population densities was observed at any sampling time. Significant temporal fluctuations in the cell content of the gastric caecum were observed between January 2010 and April 2010 (p = 2.10"®), January

g" 300 O

September 2009 January 2010 April 2010 July2010 ■ gastric caecum fluid seawater

Figure 1. Bacterial cells densities (mean) in gastric caecum fluid and in seawater at four different seasons (n=5). 58 - Chapitre 2 -

2010 and July 2010 (p = 0.0002), April 2010 and September 2009 (p = 0.0003), January 2010 and September 2009 (p = 0.024), April 2010 and July 2010 (p = 0.033) but not between July 2010 and September 2009 (p = 0.339).

DGGE Analysis For each sampling time (September 2009, January, April and July 2010), five pooled samples (gastric caecum fluid or GCF, and seawater or SW) were analyzed by DGGE (Figure 2). Each pattern was reproducible (data not shown). The number of bands varied from 4 to 12. The négative control shows contamination of the stérile water after re amplification; bands N39, N45, N52 and N56 were found in ail lanes (négative control included). These bands are not considered in the results. Two bands (N5 and N30) were présent in ail samples. Ail the bands observed for GCF were aiso présent for SW whatever the month of sampling. However, some bands did only occur in SW. This is the case of N24 for September 2009, N20 for April and July 2010. The DGGE profiles of GCF and SW samples were compared to each other by using the Sorensen’s index, Cs, a pairwise similarity coefficient (Table 1 ). The Cs values ranged from 0,40 to 1.

September 2009 January 2010 April 2010 July 2010 Négative September 2009 January 2010 April 2010 July 2010 Négative GCF 1 SW GCF 1 SW GCF 1 SW GCF 1 SW control N GCF SW GCF SW GCF SW GCF SW control

60 V 7 8 6 6 U 12 9 10 4

Figure 2. Négative image of the ethidium bromide-stained DGGE gel (on the left side) and graphie représentation of the same gel (on the right side). Banding patterns represent the microbial diversity in the gastric caecum fluid (GCF) and in seawater surrounding the sea urchin (SW) samples at four consecutive seasons. Négative control was stérile water used for PCR amplification. Column N indicates DGGE position and line V indicates the number of bands detected in each sample.

59 - Chapitre 2 -

The highest Cs values were observed for GCF and SW sampled the same month; Cs of 0,86, 1, 0.93 and 0.91 were respectively observed in September 2009, January 2010, April 2010, and July 2010. Inter-month comparisons gave a lower and more variable Csi it ranged from 0.44 to 0.80 for GCC, and from 0,40 to 0,67 for SW.

SeptemI >er 2009 January 2010 April 2010 July tOlO GCF SW GCF SW GCF SW GCF SW

GCF / 2009 SW 0,86 / September

GCF 0,80 0,67 / 2010

January SW 0,80 0,67 1 /

GCF 0,60 0,55 0,44 0,44 / April 2010 SW 0,55 0,50 0,40 0,40 0,93 /

GCF 0,50 0,44 0,57 0,57 0,50 0,46 / July 2010 SW 0,44 0,40 0,50 0,50 0,46 0,43 0,91 /

Table 1. Cj matrix of pairwise comparisons between DGGE profiles from the gastric caecum fluid (GCF) of E. cordatum and surrounding seawater (SW) sampled at four different seasons (September 2009, January, April and July 2010).

DISCUSSION

In coelomate animais, the évolution of a one-way digestive tube is accompanied by the development of successive specialized régions (Moyes & Schulte 2008). With this specialization, foregut and hindgut caeca hâve developed in some groups where they locally increase the digestive space and maximize the absorbing surface (Turquier 1989). Food material enters caeca in which it is digested intracellularly or extracellularly. Extracellular digestion is processed through endogenous enzymatic sécrétions or/and through the metabolic activities of a symbiotic microflora (Harris 1993), and the caecum is then assimilated to a continuous flow stirred tank reactor (Penry & Jumars 1987). The gastric caecum of E. cordatum is a secretory and absorbing organ (Koehler, 1883, De Ridder & Jangoux 1993, Rolet & De Ridder 2012) and it aiso shelters a complex fermentative microflora (Thorsen 1998,1999). It départs from the ‘usual situation’ reported for other animais because the food bolus (sédiments) remains outside its lumen. Seawater sucked by the animal does however reach the stomach and seemingly enters the gastric caecum (Rolet et al. 2011). With the assumption that seawater could carry particles (détritus), we

60 - Chapitre 2 - hypothesized that it could aiso transport microorganisms. This offered a double opportunity: to corroborate the entrance of seawater in the caecum and to characterize its bacterial community. According to our DGGE résulta, the bacterial microflora of the gastric caecum lacks a spécifie ‘fingerprinting’. The banding patterns of the gastric caecum and of the surrounding seawater were indeed similar, and they showed parallel seasonal variations. These observations indicate that caecum bacteria originate from seawater, and suggest that they are not permanent residents. Abundances of DAPI-stained cells were similar to those reported previousiy in literature: Thorsen (1999) observed concentrations of bacterial cells in the gastric caecum fluid of Echinocardium cordatum of 10® bacteria /ml while Imai (1987) reported 0,66 to 2,72 x 10® bacteria /ml in seawater (see aIso Watson et al. 1977 inter alla). Our DAPI counts aIso revealed that bacteria were about 50 times more abondant in the gastric caecum than in the surrounding seawater at any sampling time. This resuit suggests that bacteria transported by seawater accumulate in the caecum before being digested by the echinoid. The accumulation of microorganisms in the caecum is supported by the low C/N ratios and high concentrations of particulate organic carbon and of particulate organic nitrogen reported by Thorsen (1998), although this author suggested these data to be rather indicative of proliferating microorganisms. The gastric caecum is aiso the site of particularly high fermentative activities compared to the other digestive tube régions (Thorsen 1998). This could indicate that some microorganisms survive at least for a time in the caecum lumen. They could correspond to transient organisms that resist local low pH (4.5) conditions (Thorsen 1998) while achieving détritus dégradation. A variety of microorganisms were observed in the gastric caecum and were suggested to constitute a complex microflora (Thorsen 1999). Interestingly the latter study mentions the occurrence of the same microorganisms in the esophagus, and could therefore support their surrounding seawater origin. However, one must keep in mind that our DGGE approach provides a global profile of the bacterial community and that résident microorganisms in low numbers (i.e. representing only a few % of the community) could hâve not been detected. The gastric caecum clearly requires further investigations to characterize both the State of its microbial content and the digestive rôle of its inner epithelium. Digestion of the particular organic matters présent in the caecum content was not investigated here but previous observations hâve shown that complex enterocytes line most of the caecum lumen and seemingly are secretory and absorbing (De Ridder & Jangoux 1993).

61 - Chapitre 2 -

ACKNOWLEDGEMENTS

We are gratefui to the Station Marine at Wimereux (Nord-Pas-de-Calais, France), for providing facilities. We aiso thank Mathieu Bauwens (Laboratoire de Biologie Marine, ULB), Adriana Anzil and Jean-Yves Parent (Laboratoire des Ecosystèmes Aquatiques, ULB) for help with DNA extractions, PCR amplifications and DGGE analysis. Finally, we are gratefui to Marie Rolet and Pierre Desroeux for help in samplings and Dr. Thibaud Rigot for help in statistical analysis. This study constitutes a contribution of the Centre Inter-universitaire de Biologie Marine (CIBIM).

62 - Chapitre 3 -

CHAPITRE 3

Transfert et incorporation de D-giucose à travers ia paroi digestive du caecum gastrique, de l’estomac et de l’intestin de i’échinide Echinocardium cordatum

Gauthier Rolet & Chantal De Ridder

Résumé

Il s’agit de vérifier si le caecum gastrique de l’échinide fouisseur Echinocardium cordatum se démarque des autres régions digestives (estomac et intestin) par son rôle absorbant. Ce rôle est caractérisé par le transfert in vitro de ^'*C D-glucose à travers la paroi digestive en utilisant le dispositif expérimental des chambres de Ussing. Ce dispositif permet d’orienter un fragment de paroi digestive entre deux compartiments (digestif et cœlomique), et de réaliser des mesures de flux de ^'*C D-glucose de la lumière digestive vers la cavité coelomique. L’incorporation de ^‘‘C D-glucose par la paroi digestive ainsi que ia quantité totale de ^“’C D- glucose transférée dans le compartiment coelomique ont été mesurées. Les résultats montrent que l’incorporation de D-glucose par la paroi digestive ne diffère pas significativement dans le caecum gastrique, l’estomac et l’intestin, alors que la quantité totale de ^'*C D-glucose transférée dans le compartiment coelomique est significativement plus élevée dans l’intestin et dans le caecum gastrique que dans l’estomac. Ces observations supportent l’idée d’une régionalisation fonctionnelle du tube digestif et suggèrent que le caecum gastrique, tout comme l’intestin, participe au transfert du glucose vers la cavité cœlomique.

63 - Chapitre 3 -

Transfer and incorporation of D-giucose across the wall of the gastric caecum, the stomach and the intestine of the echinoid Echinocardium cordatum

Gauthier Rolet’ & Chantal De Ridder^

’ Laboratoire de Biologie Marine (CP 160/15), Université Libre de Bruxelles, 50 Avenue Franklin D. Roosevelt, 1050 Bruxelles, Belgium

Article accepted on January 19th 2012 in Les Cahiers de Biologie Marine, in press (probably published in the issue 53-4, October 2012)

ABSTRACT

The présent study investigates in vitro ^'’C D-glucose transfer across the digestive wall of the irregular echinoid, Echinocardium cordatum (Echinodermata). It aims to characterize absorption ability of the gastric caecum. The experimental device used was the Ussing chamber System. It consiste of two compartments clamped together, sandwiching the digestive wall. This allows orientated measurements of radiolabelled nutrient flux through the digestive wall i.e., from the digestive lumen to the perivisceral coelomic cavity. Incorporation of ^'‘C D-glucose by the digestive tube wall as well as the transmural flux and the total amount of ^'’C D-glucose transferred to the coelomic compartment were quantified. The résulta show ^“*C D-glucose incorporation in the digestive wall did not differ significantly in the stomach, the gastric caecum and the intestine whereas the amount of ^'’C D-glucose in the coelomic fluid was significantly higher in the intestine and in the gastric caecum than in the stomach. These observations indicate régional spécialization of the digestive tube and suggest that the caecum like the intestine is an important site of nutrient absorption.

KEYWORDS

Echinocardium cordatum, echinoids, digestive tube, gastric caecum, D-glucose absorption, Ussing chamber

64 - Chapitre 3 -

INTRODUCTION

Acquisition of nutrients follows two main pathways in echinoids: epidermal (transtegumental) absorption of dissolved organic matter (DOM), and absorption of soluble digestive products across the digestive epithelium (see e.g. Péquignat 1966a,b, Bamford 1982). In epidermal absorption, nutrients are immediately available from the surrounding seawater and directiy suppiy body wall tissues and organs (Lawrence 1987). Absorption of nutrients by the digestive epithelium involves ingestion and digestion of large food items. The digestive Products are transferred to the coelomic and haemal fluids before allocation to the body parts (e.g., gonads) (Lawrence 1987, Lawrence & Mc Clintock 1994, Marsh & Watts 2007). Diet and food packaging are variable in echinoids (De Ridder & Lawrence 1982, De Ridder & Jangoux 1982). Most regular echinoids are herbivorous and pack their food into mucus- coated pellets that remain intact throughout the entire digestive transfer (Farmanfarmaian & Phillips 1962, Buchanan 1969). In contrast, the irregular echinoids are deposit feeders that ingest sédiments and never form pellets. The source of nutrition in irregular echinoids like for most deposit feeders still remains incompletely understood (see e.g. Self et al. 1995). The spatangoid species investigated here, Echinocardium cordatum (Pennant, 1777), lives deepiy burrowed in sédiments (ca. 15 cm deep). Its gut content consista of sédiments mixed with détritus that are digested (De Ridder et al. 1985a). The burrow is connected to the sediment-water interface through a vertical tube (the “chimney”) that allows seawater circulation (respiratory currents) and gives access to détritus (Nichols 1959b,c De Ridder et a/.b). The trajectory of water along the echinoid body surface has been well described and indicates that some of the water enters the mouth while the remainder is directed backwards in the burrow (in the so-called “sanitary drain") (Nichols 1959b,c Forster-Smith 1978) (Fig. 1). The morphofunctional organization of the digestive tube is rather consistent throughout the

Figure 1. Echinocardium cordatum. The picture (adapted from Nunes & Jangoux 2004) shows the echinoid (e), the burrow (b) with its two extensions: the vertical chimney (c) and the horizontal sanitary drain (sd). 65 - Chapitre 3 -

Echinoidea (De Ridder & Jangoux 1982). It has two long and wide superimposed loops, respectively named stomach and intestine. Two uncoiled segments, the esophagus and the rectum, respectively connect the stomach to the pharynx (plus mouth cavity) and the intestine to the anus. A narrow tube, the siphon, runs parallel to the first digestive loop (in cidarids and diadematids that lack a siphon, there is a siphonal groove along the inner stomach wall). The siphon bypasses the stomach by connecting the esophageal junction to the intestine (De Ridder & Jangoux 1982, Lawrence & Klinger 2001). Only a few echinoids départ from this general organization (Holland & Ghiselin 1970). Although the proximal segments (oral cavity, pharynx and esophagus) and the stomach hâve spécifie fonctions, ensuring respectively food conditioning and digestion, absorption has been reported to occur along the entire digestive tube (Stott 1955, Buchanan 1969, De Ridder & Jangoux 1982, Lawrence & Klinger 2001). Data on absorption mostly concern herbivorous (regular) echinoids (see the reviews of Bamford 1982 and Ahearn 1988). They indicate that the ability to absorb nutrients varies regionally along the digestive tube according to the nature of the involved nutrient. D-glucose occurs in the digestive tube as a primary product of the digestion of polysaccharides and aiso as DOM in the ingested seawater (McDonald et al. 1973, Gorham 1990). In regular echinoids, D-glucose absorption has been reported to occur in the stomach and in the intestine (Stott 1955, Farmanfarmaian 1969, Bamford & James 1972, Bamford étal. 1972, West & Jeal 1973, Bamford 1982). Some irregular echinoids (e.g., Spatangoida, Holasteroida) hâve a gastric caecum. This large, elongated pouch opens into the stomach, a little past its junction with the esophagus (Ziegler et al. 2010). An absorptive fonction of the gastric caecum is supported by several observations made with the spatangoid Echinocardium cordatum. First, cytological features indicate that the caecum enterocytes undergo a complex cycle of absorption and storage activities (De Ridder and Jangoux 1993). Second, the caecum lumen contains fermenting microorganisms that produce short-chained fatty acids thought to be important for echinoid metabolism (Thorsen 1998). Third, dissolved organic matter (DOM) could enter the gastric caecum and be absorbed as seawater regularly fills this organ (Rolet et ai 2011). The présent study investigates in vitro D-glucose transfer across the digestive wall of Echinocardium cordatum to verify if the gastric caecum has spécial absorption abilities compared to those observed for the stomach and intestine. We used the Ussing chamber System (Ussing & Zerhan 1950, Ahearn et al. 1992). This device consists of two compartments clamped together and sandwiching the digestive wall. It allows oriented m'èasurements of radiolabelled nutrient flux through the digestive wall, i.e., from the digestive lumen to thé perivisceral coelomic cavity.

66 - Chapitre 3 -

MATERIALS AND METHODS

Collection of samples Echinocardium cordatum is mainly distributed subtidally but it is locally accessible during lower low tides (e.g., Ursin 1960, Buchanan 1966). Twenty specimens were collected intertidally in September 2007 at Penhir, Brittany, France. They were placed into tanks containing sédiment and aerated seawater for transport to the laboratory (lAEA) of Monaco where they were held in an aquarium (salinity: 0.033 g/l; température: 17°C) until dissected. The experiments were performed within 3-5 d after collection on healthy individuels (N = 10). (Some were eliminated because of the presence of a red zone without spines on their tests). Five specimens were used to test the Ussing chamber System. Experimental device For each individuel, the stomach, intestine and gastric caecum were dissected and placed into Pétri dishes containing a physiological Ringer’s solution (Lawrence et al. 1967). The digestive segments were treated separately. The contents of each segment were gently removed and the segment was eut longitudinally. A section of 2 cm was eut from each segment and placed onto a fenestrated plastic insert. The section (composed of three layers: the luminal epithelium, the connective tissue and the mésothélium) was sandwiched between a second fenestrated insert and fixed on the support bar of the Ussing chamber between the two chamber compartments (Fig. 2). The compartment facing the luminal epithelium corresponds to the gut lumen (“digestive compartment”). The compartment facing the mésothélium corresponds to the coelomic cavity (“coelomic compartment”). The two half chambers were filled with equal volumes of aerated Ringer’s solution. This was done to avoid

A. End view

Figure 2. Ussing chamber System used to détermine movement of ^'*C D-glucose across the wall of the digestive tube of Echinocardium cordatum. The digestive compartment is filled with Ringer’s solution containing 0.5 mM ’'*C D-glucose while the coelomic one is filled with uniabeled Ringer’s solution. Arrows indicate direction of Ringer’s solution circulation, stirred by aération (adapted from Ahearn et al. 1992). 67 - Chapitre 3 -

Chemical, mechanical or electrical driving forces between the two compartments. The experiment began by replacing the uniabelled Ringer’s solution of the digestive compartment with a labeled solution of Ringer’s fluid with 0.5 mM D-glucose. The rate of appearance of ^“'C D-glucose in the coelomic compartment was then followed for 1 h by removing 1 ml of Ringer’s solution every 15 min. One milliter of Ringer’s solution was added to the coelomic compartment after each sampling to keep the volume constant. The samples were placed in PolyEthylene (PE) tubes to which 9 ml of UltimaGold XR scintillation liquid was added for subséquent radioactivity measurement. The spécifie activity of the 0.5 mM ^'’C-labelled D- glucose Ringer’s solution was determined at the end of the 1 h experiment by sampling 50 pl of Ringer’s solution in the digestive compartment. This 50 pl sample was placed into a PE tube containing 1 ml of Ringer’s solution and 9 ml of UltimaGold XR Scintillation liquid. The radioactivity background was determined by adding 9 ml of UltimaGold XR Scintillation liquid to 1 ml uniabelled Ringer’s solution in a PE tube. To measure the assimilation of ^'‘C-labelled D-glucose in the digestive fragment after the 1 h experiment, the tissue fragment was removed from the Ussing half chambers, rinsed with uniabelled Ringer’s solution, drained on filter paper and weighed. The tissue fragment was then homogenized in a PE tube containing 1 ml of Ringer’s solution and 9 ml of UltimaGold XR Scintillation liquid. Radioactivity of ail the samples was measured with a Packard 1600T Liquid Scintillation Analyzer. Theory/calculation The radioactivity of the samples was expressed in disintegrations per minute (dpm) and converted to micromoles. Using the spécifie activity (pmol/dpm) for the radioactive Ringer’s solution and the surface area (in centimeter squared) of the exposed digestive fragment, the flux of D-glucose across the digestive wall (from the gut lumen to the coelomic cavity) was then converted in to micromoles per centimeter squared. The results were piotted against time (Fig.3) to calculate the flux (expressed in micromoles per centimeter squared per hour). After the 1h experiment, the amount of D-glucose incorporated into the tissue was calculated taking into account the calculated spécifie activity and the wet weight of the tissue fragment. The results are expressed in micromoles per gram per hour. Since the data do not satisfy the assumption of normality, non-parametric tests were used to identify significant différences in the data set. Wilcoxon rank tests were used for compensons. AN these analyses were done with SAS JMP software (5.0.1.2).

68 - Chapitre 3 -

RESULTS

Flux of C D-glucose across the digestive wall The kinetics of 0.5 mM labeled D-glucose flux across the digestive wall reached 0.0044 Mmol.cm'^min'’ for the stomach, 0.017 pmol.cm'^.min'^ for the gastric caecum and 0.036 pmol.cm'^.min'’ for the intestine (Fig. 3). The amounts of D-glucose measured in the coelomic compartment after the 1 h experiment are similar for the gastric caecum (médian: 0.97 pmol.cm'^.h’^ minimum: 0.33 pmol.cm'^.h'^ maximum: 1.86 pmol.cm'^.h'^) and the intestine (médian: 2.26 pmol.cm'^.h"^ minimum: 0.24 pmol.cm'^.h'^ maximum: 3.26 pmol.cm' ^.h'^) and did not differ significantly (p > 0.05). The amounts of D-glucose measured in the coelomic compartment after the 1 h experiment were significantly lower for the stomach (médian: 0.34 pmol.cm'^.h'^; minimum: 0.014 pmol.cm'^.h'^ maximum: 0.48 pmol.cm'^.h'^ p = 0.0195) (Fig. 4).

Figure 3. Transfer of D-glucose across the stomach, gastric caecum and intestine walls of Echinocardium cordatum (N = 10), using the Ussing chamber System to measure flux from the digestive lumen to the coelomic cavity.

rime (min)

Figure 4. Total amount of D- glucose measured in the coelomic compartment after 1 h experiment (Ussing chamber System) across the gastric caecum, the stomach and the intestine walls of Echinocardium cordatum (N = 10). Middie bars are the médians: boxes and whiskers depict the interquartile and extreme (minimum and maximum) ranges. Significance différence after Wilcoxon rank test is indicated by asterisk (p = 0.0195).

69 - Chapitre 3 -

Incorporation of D-qlucose into the digestive wall

The calculated amount of D-glucose incorporated into the digestive walls after 1h incubation for the stomach (médian: 0.20 pmol.g^h"^; minimum: 0.045 pmol.g’.h'^ maximum: 0.45 pmol.g'’.h'^), the gastric caecum (médian: 0.18 pmol.g'\h ^ minimum: 0.068 pmol.g‘\h'^ maximum: 0.41 pmol.g'\h'^) and the intestine (médian: 0.29 pmol.g'Vh^ minimum: 0.021 pmol.g \h'\ maximum: 0.62 pmol.g Vh'^) (Fig.5) did not differ significantly (p > 0.05).

Figure 5. Total amount of D- glucose incorporated into the o.s- : digestive wall of Echinocardium —,— cordatum after 1 h experiment j o.4. —;— : (Ussing chamber System). The • gastric caecum, the stomach and the I 0.3 intestine are compared (N = 10). 3 ^------Middie bars are the médians; boxes s | and whiskers depict the interquartile | ______; and extreme (minimum and i ----- ;— maximum) ranges. There is no significant différence based on the — ■ — Wilcoxon rank test (p > 0.05). oJ______^— Gastric caecum Stomach Intestine

DISCUSSION

The study shows that D-glucose crosses the digestive wall of Echinocardium cordatum into the coelomic cavity. This supports previous observations on the rôle of the coelomic fluid in nutrient translocation (Farmafarmaian & Philips 1962, Ferguson 1964). Our results aiso indicate (1 ) that the absorption of D-glucose follows similar kinetics in the gastric caecum and the intestine, with higher values for these two régions than for the stomach, and (2) similar amounts of D-glucose are incorporated into the wall of these three digestive tube régions. Comparison with other published data is difficult because experimental conditions differ or because results are expressed in other units. For example, using the “everted sac” method, keeping the everted digestive tube in a 0.5 mM D-glucose solution for one hour, Farmanfarmaian (1969) observed a total transport across the intestinal wall of Thyone (Holothuroidea) of 2 to 3 pmol.h'\These values are similar to those observed in our study. Ahearn et al. (1992) used the Ussing chamber to measure D-glucose transfer through an épithélial monolayer (prepared from primary culture of hepatopancreas cells of the lobster Homarus americanus H. Milne Edwards, 1837). After 45 min exposure to a 0.5 mM D- glucose solution, the flux from the digestive compartment to the coelomic compartment was

70 - Chapitre 3 - of 3.57 ± 0.07 nmol.cm‘^.min \ i.e. 0.214 ± 0.0042 pmol.cm'^.h'\ This is a low flux compared to our values. Several studies performed on echinoderms reported the “stomach” (i.e., the first digestive loop in echinoids, the midgut in holothuroids) is the main site of absorption of D-glucose (e.g., Farmanfarmaian 1969, Bamford et al 1972, Bamford 1982, Self et al. 1995). However, the marked regionalization of D-glucose absorption within the digestive tube of Echinocardium cordatum (higher in the gastric caecum and in the intestine compared to the stomach) indicates that the gastric caecum and intestine are specialized for absorption. The cytological features of the caecum enterocytes support their absorptive rôle: they hâve high and ramified microvilli associated with abundant vesicles and mitochondria in their apical cytoplasm; the microvilli were typically more developed in this organ than eisewhere along the digestive tube (De Ridder & Jangoux 1993). These observations corroborate the work of Ahearn et al. (1992) who compared nutrients transport in the pyloric caeca of asteroids, in the hepatopancreas of mollusks and crustaceans and concluded that gut diverticula in invertebrates are absorbing organs. In Echinocardium cordatum, like other echinoids, seawater flows through the digestive tube. The ingested seawater follows three trajectories: it can be conveyed to the gastric caecum (Rolet et al. 2011) and to the intestine via the siphon that bypasses the stomach or via the stomach (Stott 1955, Buchanan 1969, De Ridder & Jangoux 1993, Lawrence & Klinger 2001). Functionally, this circulation together with the fact the digestive tube is absorptive along its entire length suggests that dissolved organic matter (DOM) originating from seawater could be a source of nutrients to the echinoid. D-glucose is abundant in seawater (ca. 50 mg carbon/l), and could constitute a nutritional source for marine invertebrates (Gohram 1990). A nutritional rôle of DOM in seawater by absorption by enterocytes is not well documented in echinoids although several authors since Stott (1955) hâve mentioned the occurrence of circulating seawater in the digestive tube and suggested a nutritional rôle (Buchanan 1969, De Ridder & Jangoux 1993, Lawrence & Klinger 2001, Rolet et al. 2011). Interestingly, the higher absorption rates of D-glucose measured along the digestive tube of Echinocardium cordatum occur in the two régions receiving freshiy ingested seawater, i.e., seawater that is presumably rich in DOM as it originated from the sediment-water interface. In echinoids, régional variation in nutrient absorption along the digestive tube can be related to régional différences in nutrient availability (James & Bamford 1974). Moreover, the few studies on sugar absorption by the digestive tube in echinoderms hâve led to the conclusion that absorption of D-glucose is mediated by a carrier System and that it is an active process (e.g., see reviews of Bamford in 1982, Ahearn in 1988). Différences in substrate carrier densities among the gut régions are aiso involved in the regionalization of nutrient absorption (Self efa/. 1995).

71 - Chapitre 3 -

The digestive wall of Echinocardium cordatum incorporâtes D-glucose as has been reported for regular herbivorous echinoids (Farmanfarmaian & Philips 1962). Similar amounts of D- glucose are incorporated into the stomach, the gastric caecum and the intestine walls although they hâve different structures (De Ridder & Jangoux 1993). The digestive epithelium of the stomach and of the gastric caecum is highiy developed, 80 and 100 pm in thickness, respectively. The connective layer is very thin, with a thickness of ca 2 pm in the caecum and up to 6 pm in the stomach). In contrast, the connective tissue forms the most developed layer in the intestine, reaching 50 pm in thickness, while the digestive epithelium height varies between 20 to 30 pm. These structural différences suggest that in the stomach and caecum walls the enterocytes could be the main site of D-glucose assimilation while in the intestine, the connective tissue and more particularly its haemal lacunae could aiso be involved if D-glucose is transferred from the enterocytes. Studies of the digestive tube of sea urchins indicate that it is a nutrient storage organ (De Ridder & Jangoux 1982). In Echinocardium cordatum, lipid droplets but no glycogen occur in the stomach and caecal enterocytes (De Ridder & Jangoux 1993). According to Allen & Giese (1968), D-glucose can be incorporated into lipid fractions as observed in the pyloric caeca of the sea star Pisaster ochraceus. The digestive tube of Echinocardium cordatum clearly displays a regionalized différence in ability to absorb D-glucose. This regionalization corresponds to the presence of freshiy ingested seawater in particular organs and could reflect an adaptation to the use of DOM carried by seawater along the digestive lumen. Further observations using a wider set of nutrients are needed to understand how and where absorption preferentially occurs in the digestive tube of Echinocardium cordatum and to clarify the rôle of seawater DOM as a potential nutrient.

ACKNOWLEDGEMENTS

We are gratefui to Dr. Michel Warnau and to the staff of the Marine Environment Laboratories (MEL) of the International Atomic Energy Agency (lAEA) as well as Dr. André Péqueux (Université de Liège) for providing facilities. Many thanks to Dr. Thibaud Rigot (Université Libre de Bruxelles) for help in collection of specimens and in transport to Monaco. Dr. John Lawrence (University of South Florida, Tampa, USA) is acknowledged for his critical reading of the manuscript and constructive commente. It is a contribution of the Centre Inter universitaire de Biologie Marine (CIBIM).

72 - Chapitre 4 -

CHAPITRE 4

Présence et rôle possible des gouttières flagellées dans le caecum gastrique d’Echïnocardium cordatum (Echinoidea : Spatangoida) - une courte note

Gauthier Rolet & Chantal De Ridder

Résumé

De l’eau de mer circule dans le tube digestif d'Echinocardium cordatum depuis la bouche jusqu’à l’anus. Cette circulation est générée par les contractions péristaltiques de l’œsophage et celles du siphon. Le caecum gastrique de l’oursin est rempli d’eau de mer. Il s’ouvre dans l’estomac par une fente dont les bords sont étroitement accolés, et la manière dont l’eau y accède est énigmatique. Ce travail a pour but de rechercher la présence de structures morphologiques susceptibles de participer à cette entrée d’eau de mer dans le caecum. Les observations microscopiques indiquent la présence localisée de gouttières creusées dans l’épithélium digestif. Celles-ci sont situées à hauteur de l’ouverture du caecum. Elles forment un système continu qui s’étend du plafond de l’estomac jusque dans la partie proximale du caecum où elles sont flagellées. Ce système pourrait canaliser et ‘propulser’ l’eau de mer depuis l’estomac vers le caecum.

73 - Chapitre 4 -

Occurrence and possible rôle of flagellated grooves in the gastric caecum of Echinocardium cordatum (Echinoidea : Spatangoida) - a short note

Gauthier Rolet^ & Chantal De Ridder^

^ Laboratoire de Biologie Marine (CP 160/15), Université Libre de Bruxelles, 50 Avenue Franklin D. Roosevelt, 1050 Bruxelles, Belgium

ABSTRACT

The large gastric caecum of spatangoid echinoid is typically filled with a clear translucent liquid. Seawater contributes to this liquid content but the way it accesses the caecum lumen remains unanswered. In this work, the morphology of the caecum opening is examined looking for structures that could generate a seawater inflow. Results show that a particular network of épithélial grooves is associated with the caecum opening. Deep grooves occur in ‘stomach roof prier to the caecum opening. These grooves are deepened in the digestive epithelium. They extend along the proximal part of the caecum wherein just next to the opening, they are lined by flagellated enterocytes. We hypothesize that these flagellated grooves could croate and canalize seawater to the gastric caecum.

KEYWORDS

Spatangoida, Echinocardium cordatum, deposiWsuspension-feeding, gastric caecum, flagellated grooves

74 - Chapitre 4 -

INTRODUCTION

The burrowing echinoid Echinocardium cordatum is a sélective deposit-feeder (De Ridder et al. 1985a, De Ridder 1986, 1987, Boon & Duineveld 2012). Most of its digestive tube is filled with sédiment except two organs, the siphon and the gastric caecum (De Ridder & Jangoux 1982). The siphon is a contractile tube by-passing the stomach and conveying seawater to the intestine (Stott 1955). Its pumping action aiso forces seawater to circulate from the mouth to the proximal région of the digestive tube (De Ridder & Jangoux 1993). The gastric caecum is a large, non-contractile pouch filled with a clear translucent liquid (De Ridder & Jangoux

1993, Ziegler et al. 2010). It is connected to the proximal stomach through a slit-shaped opening. It has been described as a digestive and absorbing organ (De Ridder & Jangoux 1993), as a trap for suspended particulate organic matter (Rolet et al. 2011 ) and as a foregut caecum harboring a digestive microflora (Thorsen 1999). There are several converging observations indicating that the liquid content of the caecum is mostly seawater (Rolet et al. 2011, Rolet et al. unpubl.). However the way seawater enters the caecum lumen remains unknown. Osmotic forces are suspected to drive water from the caecum lumen to the coelomic cavity across the digestive wall, but they are to weak to induce a stream of seawater from the stomach to the caecum lumen (Rolet et al. 2011). Similarly, the available data on the caecum morphology do not provide any indication on structures generating such a stream. Indeed, compared to the other digestive régions, the gastric caecum has the thinnest wall and lacks muscular layers (Koehler 1883, De Ridder & Jangoux 1982, 1993). It is mainly composed of a tall columnar digestive epithelium (thickness: 100 to 400 pm), the other layers, namely the connective tissue (thickness: 1 to 5 pm) including an extensive network of hemal lacunae and the mésothélium (thickness; 1 to 5 pm) including scattered muscular fibers, being few developed (De Ridder & Jangoux 1993). By focusing on the caecum opening, this work aims to detect structures susceptible to generate seawater movements into the caecum lumen. Observations will be realized using light microscopy (LM), scanning and transmission electronic microscopies (SEM & TEM).

MATERIALS AND METHODS

Adult individuals of Echinocardium cordatum (Pennant, 1777) were collected at low tide on the sandy beach of Wimereux (Pas-de-Calais, France) in September 2006 and May 2011. Adult individuals (size; 4,8 ± 0,6 cm) were dissected by opening their aboral side to access the gastric caecum and its junction with the stomach. Fragments of these two régions (the caecum, and the junction) were sampled and prepared for scanning (SEM), transmission (TEM) électron microscopy and optical microscopy (OM).

75 - Chapitre 4 -

For SEM, fragments were fixed in a Bouin’s fluid for 24 hours, rinsed with 70% éthanol until picric acid élimination, dehydrated in three successive baths of graded éthanol (3 X 30 minutes), dried using the critic point method and coated with gold before observation with a JEOL-6100 SEM. For TEM, fragments were fixed in a 3% glutaraldehyde solution for 24 hours, then rinsed in 0,2 M cacodylate solution for 30 minutes and post-fixed in 1% osmium tetroxide solution (Ghyoot and Jangoux 1988). After a second rinsing in a 0,2 M cacodylate solution (30 minutes), fragments were dehydrated in successive baths of graded éthanol and embedded in Spurr resin. Semi-thin (1,5 |.im) and ultrathin (80 nm) sections were made with an ultramicrotome Leica Ultracut UCT. Semi-thin sections were stained with methylene blue / azur II (1:1) solution for 5 minutes and observed with a Leitz Laborlux optical microscope. Ultrathins sections were put on copper grid, contrasted with uranyl acetate solution followed by a lead citrate solution before observation with a LEO 906E TEM. For light microscopy (LM), the fragments were fixed and dehydrated in éthanol as for the SEM samples. They were embedded in paraplast and eut into 5 mm thick sections. Sections were stained according to the procedure of Ganter and Jollès (1969, 1970). The stains were: Alcian blue, pH 2.6 and Gomori’s fuschine/paraldehyde. Both stains visualize acid mucopolysaccharides.

RESULTS

The gastric caecum opens on the aboral side (‘roof) of the proximal région of the stomach through a transversally oriented slit (1-2 mm in length) (Fig.IA). Associated with the slit - opening, there is a sériés of permanent grooves. The grooves are deepened in the digestive wall and occur in the ‘stomach roof just before the caecum opening (Fig.IB). They are regularly spaced and run parallel to the digestive tube longitudinal axis. They extend inside the gastric caecum where they shape the epithelium surface. The grooves progressively modify from parallel and regularly spaced in the proximal région (Fig.IC) to more and more irregular towards the distal région where they delimitate rounded protubérances distorting the épithélial surface (Figs.2A,B). In the proximal région of the caecum, the grooves are flagellated (Figs.lD-G). Flagellated cells are clearly restricted to the grooves in a narrow area just next to the caecum opening. Further, in the mid and distal régions, the grooves lack flagellae. The grooves are deepened in the digestive epithelium (Fig.IC). The other histological layers of the caecum wall, namely the connective tissue and the mésothélium hâve no deformation supporting the grooves network. In the proximal région, the height of the digestive epithelium is ca. 100 M-m, and the grooves depths, ca. 40 pm. In this région, the connective tissue layer

76 - Chapitre 4 -

Figure 1. A-B. SEM views from inside the stomach, (A) slit-shaped opening of the caecum (scale bar = 1 mm) and (B) associated grooves (scale bar =100 pm); C-G. Proximal région of the gastric caecum with the flagellated grooves; (C) LM transversal section in the caecum Wall (scale bar = 100 pm), (D) SEM view of two flagellated grooves (scale bar = 10 pm), (E) SEM view of flagella inside a groove (scale bar = 10 pm), (F) LM view (scale bar = 20 pm) and (G) TEM view (scale bar = 5 pm) of a transversal section of a groove; H. Apex of the digestive epithelium (TEM view, scale bar = 2 pm). ce; complex enterocyte, et; connective tissue, dep; digestive epithelium, f; flagellae, g; groove, hv: vacuole with heterogeneous content, hl; haemal lacunae, m; mésothélium, mi; mitochondria, mv; microvilli, pv; pinocytosis vesicles, s; slit 77 - Chapitre 4 -

Figure 2. Surface of the digestive epithelium in the gastric caecum. A-B. Topographical features illustrated by SEM views; (A) longitudinal grooves becoming irregular in the mid région of the caecum (scale bar = 100 p.m) and (B) sinuous grooves in the distal région of the caecum (scale bar = 100 (xm). C-E. Mucus-like layer over the epithelium surface in the mid région of the caecum: (C) SEM view (scale bar = 10 p,m) and (D) LM views of the of the thick mucus-like layer (LM - alcyan blue pH 2.6 method) (scale bar = 20 jxm) (scale bar = 20 [xm), (E) SEM view of the thin mucus-like layer at the end the mid région, illustrating the disappearance of this layer when going further inside the caecum (scale bar =10 (xm). F. SEM view surface of the digestive epithelium in the distal région of the caecum (scale bar = 10 |xm). et: connective tissue layer, dep: digestive epithelium, g: groove, m: mésothélium, ml: mucus layer, smv: swollen microvilli

reaches a thickness of 30 |xm and contains a network of large haemal lacunae (Fig.IC). In the mid and distal région of the caecum, the connective tissue layer is extremely thin (thickness: 1 to 5 pm), the digestive epithelium forming 90% of the wall’s thickness (Fig.2D) (thickness; up to 100 pm).

78 - Chapitre 4 -

In the proximal and mid région of the caecum, a mucus layer lines the digestive wall extending over the grooves (Figs.2C,D). This layer is formed by acid mucopolysaccharides (positive staining reaction for the Alcian blue method). It progressively disappears at the end of the mid région (Fig.2E). In the distal région of the caecum, the digestive epithelium surface has a ‘clean aspect’, with no mucus layer (Figs 2B,F). Entérocytes hâve high and ramified microvilli (up to 5 [xm) (Fig. 1F). They belong to a single cell type (the ‘complex enterocyte’). In several cells, the microvilli are swollen and protrude over the épithélial surface forming bulges (Fig.2F). The épithélial microvilli are associated with abondant mitochondria, and lines of small pinocytosis vesicles (Figs.1F,G). Vesicles with a heterogeneous content aiso occur in the apical portion of the cells (Fig.lH).

DISCUSSION

The gastric caecum has flagellated grooves that are deepened in the digestive epithelium. They prolonged in non-flagellated grooves in the stomach. A grooves System occurs thus across the caecum opening. We hypothesize that the flagellae generate seawater current from the stomach to the caecum and that the inflow is canalized by the grooves System. The mucus layer observed in the proximal région of the caecum could improve this circulation by closing the grooves and forming tubular passages. Mucus originates from upstream digestive régions as the gastric caecum lacks mucocytes, (Holland & Ghiselin 1970, De Ridder & Jangoux 1993, and this study). The grooves System fits well the hypothetic seawater feeding current proposed by Rolet et al. (2011). In this circulation, near bottom seawater reaches the gastric caecum passing through the burrow, mouth, esophagus, and stomach, carrying particulate organic matter inside the caecum (Rolet et al. 2011, unpubl.). Sedimentary organic matters include microorganisms, (bacteria, algae, protozoa, fungi), meiofauna and nonliving organic matter (Lopez & Levinton 1987). Being regularly resuspended, such items occur in the superficiel layer of the sédiment and in near bottom water (Walker & Bambach 1974, Lopez & Levinton 1987). Both deposit-feeding and suspension-feeding methods allow an access to these potentiel foods, and many infaunal animais (bivalves, polychetes, amphipods) can switch from one feeding method for the other (Taghon 1982, Lopez & Levinton 1987). In that context, using suspension feeding as a complementary feeding method could optimize food acquisition for E. cordatum. However, by canalizing seawater internally, E. cordatum départs from the other deposit-Zsuspension- feeders that collect suspended organic matter in their surrounding. To subsist on a sedimentary diet, deposit-feeders must ingest massive quantities of sédiments and can improve energy uptake by sorting food particles before ingestion, or within the alimentary tract, in a caecum (Lopez & Levinton 1987). E. cordatum selects superficiel particles before ingestion, either actively, by picking them on the bottom using

79 - Chapitre 4 - very extensile tube-feet (Nichols 1959b,c Péquignat 1970), or passively, by trapping them in the tunnel connecting its burrow to the bottom (De Ridder et al. 1985a, 1987). However, for Boon & Duineveld (2012), ingestion of surface material does not explain the higher total fatty acids to chlorophyll a ratio they measure in the foregut (compared to the mid- and hindgut régions), and they mention that a still unknown mechanism should exist to explain higher selectivity factor of fatty acids. They propose that E. cordatum selectively feeds on the meiofauna which fatty acids reserve could be then assimilated by the echinoid. Rolet et al. (2011) suggested that the gastric caecum acts as an internai trap for suspended organic particles, a mechanism that could explain Boon & Duineveld (2012) results. Among these particles, bacteria are abundant (Rolet et al. unpub.). These bacteria could be a source of fatty acids if they are digested by the echinoid and/or if surviving individuals release fatty acids in the caecum. Although this remains to be fully demonstrated, several cytological features suggest that the gastric caecum could be the site of intracellular digestion and absorption. A single cell type occurs in the digestive epithelium of the gastric caecum, the complex enterocyte. This cell type is absorbing but it aiso typically contains a variety of vacuoles that correspond to pinocytosis vesicles and to lysosome-like vacuoles. These vacuoles simultaneousiy occur in the cells with a hypertrophied granular endoplasmic réticulum and conspicuous Goigi apparatus. Moreover, these cells undergo a cyclic storage activity of lipids in the cytoplasm (De Ridder & Jangoux 1993). Further studies are needed to explore the digestive and absorbing fonctions of the gastric caecum. If these fonctions are confirmed, the gastric caecum of E. cordatum could be functionally close to the digestive caeca of mollusks (Franc 1960, 1968, Mangold & Bidder 1989). The gastric caecum is a voluminous digestive organ présent in ail spatangoids (Ziegler et al. 2010). Its presence as a rétention, digestive and absorbing organ does well correspond to the functional model proposed by Lopez and Levinton (1987). According to this model, deposit-feeders that massively ingests sédiments improve their energy uptake by sorting food particles before ingestion and internally, within a caecum.

ACKNOWLEDGEMENTS

We are gratefui to the Marine Biology Station of Wimereux (Nord-Pas-de-Calais, France) for providing facilities. We aIso thank Dr.. Patrick Flamang and Paul Postiau (Université de Mons, Belgium) for assistance for TEM and SEM. This manuscript is a contribution of the Centre Inter-universitaire de Biologie Marine (CIBIM).

80 - Chapitre 5 -

CHAPITRE 5

Origine et plasticité évolutive du caecum gastrique chez les oursins (Echinodermata : Echinoidea)

Alexander Ziegler, Rich Mooi, Gauthier Rolet & Chantal De Ridder

Résumé

Le tube digestif des métazoaires peut comporter un ou plusieurs caecums qui participent à la sécrétion et/ou à l’absorption. Chez les échinides (Echinodermata : Echinoidea), un caecum est associé à l’estomac mais son développement et sa morphologie sont très variables au sein du groupe : un caecum gastrique très développé caractérise les échinides irréguliers Atelostomata ; chez les autres échinides, l’estomac peut présenter un diverticule, généralement discret, dont la présence est peu envisagée dans la littérature. Le but de ce travail est de suivre l’évolution du caecum gastrique au sein du groupe des échinides. Grâce aux données morphologiques provenant de dissections, d’imagerie à résonance magnétique et de nombreuses sources bibliographiques, nous avons comparé le tube digestif de 168 espèces d’échinides appartenant à 51 familles. À partir de caractères morphologiques tels que l’anatomie générale du tube digestif, la position des mésentères et du système hémal, nous avons pu établir une homologie entre le caecum gastrique et une déformation plus ou moins développée de l’estomac antérieur, présente chez la plupart des échinides réguliers. D’après nos observations, le caecum gastrique des échinides constitue vraisemblablement une synapomorphie des Euechinoidea. Sa présence chez les Euechinoidea ‘réguliers’ est due au développement d’un feston supplémentaire de l’estomac antérieur et situé dans l’ambulacre III. Ces deux organes, le feston supplémentaire et le caecum gastrique, sont absents dans la lignée soeur des Euechinoidea, les Cidaroida. Le caecum gastrique des échinides fouisseurs (Atelostomata) est ‘hypertrophié’. Il est différent par sa morphologie et sa taille des caecums observés chez les autres échinides. Nous émettons l’hypothèse que l’évolution du caecum gastrique des Atelostomata accompagne l’acquisition du mode de vie fouisseur.

81 - Chapitre 5 -

Ziegler et al. BMC Evolutionaiy Biology 2010, 10:313 http://www.biomedcentral.eom/1471-2148/10/313 (me Evolutionary Biology

RESEARCH ARTICLE Open Access Origin and evolutionary plasticity of the gastric caecum in sea urchins (Echinodermata: Echinoidea)

Alexander Ziegler’*, Rich MooP, Gauthier Rolet^ Chantal De Ridder^

Abstract

Background: The digestive tract of many metazoan invertebrates is characterized by the presence of caeca or diverticula that serve secretory and/or absorptive fonctions. With the development of various feeding habits, distinctive digestive organs may be présent in certain taxa. This aiso holds true for sea urchins (Echinodermata: Echinoidea), in which a highiy specialized gastric caecum can be found in members of a derived subgroup, the Irregularia (cake urchins, sea biscuits, sand dollars, heart urchins, and related forms). As such a specialized caecum has not been reported from "regular” sea urchin taxa, the aim of this study was to elucidate its evolutionary origin. Results: Using morphological data derived from disseaion, magnetic résonance imaging, and extensive literature studies, we compare the digestive tract of 168 echinoid species belonging to 51 extant families. Based on a number of characters such as topography, general morphology, mesenterial suspension, and intégration into the haemal System, we homologize the gastric caecum with the more or less pronounced dilation of the anterior stomach that is obseved in most “regular" sea urchin taxa. In the Irregularia, a gastric caecum can be found in ail taxa except in the Laganina and Scutellina. It is aIso undeveloped in certain spatangoid species. Conclusions: According to our findings, the sea urchin gastric caecum most likely constitutes a synapomorphy of the Euechinoidea. Its occurrence in "regular" euechinoids is linked to the presence of an additional festoon of the anterior stomach in ambulacrum III. Both struaures, the additional festoon and the gastric caecum, are absent in the sister taxon to the Euechinoidea, the Cidaroida. Since the degree of specialization of the gastric caecum is most pronounced in the predominantly sediment-burrowing irregular taxa, we hypothesize that its évolution is closely linked to the development of more elaborate infaunal lifestyles. We provide a comprehensive study of the origin and evolutionary plasticity of a conspicuous digestive tract structure, the gastric caecum, in a major taxon of the extant invertebrate macrozoobenthos.

Background tubular System [2], Subsequently, this has led to the spe With few exceptions, metazoans possess an alimentary cialization of entire digestive tract régions. The inverte canal comprising a sac- or tube-like invagination of the brate gut can be subdivided into three major parts: the body Wall. The évolution of an internalized intestinal foregut (usually comprising mouth, pharynx, and eso- tract offered the possibility of digesting larger food par- phagus), the midgut (crop, gizzard, and stomach), and ticles [1]. The digestive System may form a simple or the hindgut (intestine, rectum, and anus) [3]. In most ramified cavity with a single aperture (as in the Cnidaria taxa, the midgut serves as the primary site of digestion and the Platyhelminthes) or a tube with openings at its as well as nutrient absorption and is therefore often two ends that constitute a distinct mouth and anus, characterized by the presence of glands and caeca that allowing the food to pass in one direction through a serve secretory or absorptive functions. In the context of the general pattern described above

* Correspondence: [email protected] for typical bilaterian animais, it is important to note that ’institut für Immungenetik, Charité-Universitàtsmedlzin Berlin. Thielallee 73, even secondarily radial forms such as echinoderms tend 14195 Berlin, Germany to follow the same overall model of gut organization. Full list of author information is avaüable at the end of the article

e 2010 Ziegler et al; licensee BioMed Cervtral Ltd. This is an Open Access article distributed under the terms of the Creative Commons BioMcd C6ntr3l Attribution License (httpy/creativecommons.org/licensesÆy/2.0), which permits unrestricted use. distribution, and reproduction in Oany medium, provided the original work Is properly cited. 82 - Chapitre 5 -

Among the Echinodermata - a taxon of marine inverte- segments. However, not ail sea urchin taxa possess ail of brate deuterostomes - sea urchins (Echinoidea) are con- these gut sections and some are characterized by the sidered one of the best studied groups and serve as presence of additional digestive tract structures such as model organisms for a wide range of biological disci festoons, siphons, Gregory’s diverticulum, an intestinal plines. The digestive tract of echinoids is usually subdi- caecum, or a gastric caecum [7|. The gastric caecum is a vided into mouth, buccal cavity, pharynx, esophagus, conspicuous organ that was first described by C.K. Hoff stomach, intestine, rectum, and anus [4-6], with the mann [8] in Spatangus purpureus, a species within the mouth forming the proximal and the anus the distal derived Spatangoida (Figure lA), a monophyletic taxon

Figure 1 Historic and contemporary représentations of the general anatomy of the irregular and "regular" sea urchin digestive tract. (A) and (B) constitute the first graphie représentations of the gastric caecum (black arrow in A) as well as the dilation of the anterior stomach (white arrow in 8). (A) Spatangus purpureus - aboral view, modified from Hoffmann [8], (B) Paracentrotus lividus - aboral view, modified from Tiedemann [20]. Numbers indicate homologous body parts in ‘regular" and irregular sea urchins according to Lovén's System [29]: Roman numerals 0-V) indicate ambulacra, whereas Arabie numerals (1-5) indicate interambulacra. (Q Spatangus purpureus - aboral view of a disseaed specimen. (D) Paracentrotus lividus - aboral view of a dissected specimen. di = dilation, es = esophagus, gc = gastric caecum, in = intestine, re = reaum, st = stomach. Not to scale.

83 - Chapitre 5 -

of irregular sea urchins characterized by an infaunal life- possible due to the lack of data. In addition, the multi style. Several spatangoid taxa bave been shown to pos- tude of terms assigned by several authors to the sess this large, non-contractile pouch that is connected observed dilation of the sea urchin anterior stomach as to the anterior stomach through a slit-like opening (Fig well as the gastric caecum in the Irregularia has greatly ure IC). This pouch is also well-connected to the hae- complicated matters by obfiiscating direct comparisons mal System through numerous haemal ducts within its among observed occurrences (Table 1). connective tissue layer [9-12]. A number of hypothèses In order to provide an example for the evolutionary regarding the fonction of this structure in spatangoids plasticity of invertebrate digestive tract structures, we hâve been presented. Some authors believed it to be a here describe the diversity observed in the morphology glandular organ whose sécrétions leak into the stomach of the sea urchin anterior stomach by investigating taxa [13], an absorptive structure [12,14], a site of microbial representing a v«de diversity of forms within the Echi- fermentation [15,16], or simply an organ that acts gener- noidea. The aim of our study was (i) to catalogue the ally in digestion [17,18], diversity of the anterior stomach morphology observed In contrast, the digestive tract in “regular” sea urch among sea urchins, (ii) to suggest a number of homol ins is not characterized by the presence of such a ogy criteria that apply to the observed structures in ail highly specialized structure (the "regular” echinoids do sea urchin taxa included in our analysis, (iii) to elucidate not form a monophyletic group, hence the quotes; in the evolutionary origin of the highly specialized gastric contrast, the Irregularia is a recognized monophyletic caecum found in the derived Spatangoida, and (iv) to taxon [19]). However, several authors [5,9,14,20-24] evaluate implications for sea urchin phylogeny. Using reported a more or less developed dilation at the prox magnetic résonance imaging (MRI) and three-dimen- imal part of the anterior stomach in certain “regular” sional (3D) reconstruction in combination with dissec sea urchin taxa (Figure IB, D). According to most tion and an extensive literature survey, we were able to authors, this dilation in “regular” sea urchins did not incorporate 168 sea urchin species belonging to 51 display any functional specialization and was therefore extant families into our analysis (Figure 2). This com seen merely as a latéral outcrop of the stomach prehensive survey will serve as a basis for future studies [5,9,22,23]. R. Koehler - who had systematically studied involving the ecology, histology, ultrastructure, and sea urchin internai anatomy - was presumably the first function of digestive tract structures in a major taxon of and so far the only author to briefly mention the the invertebrate macrozoobenthos. potential homology of the dilation observed in “regu lar” sea urchins with the highly specialized gastric cae Results cum found in the infaunal spatangoids and other The following descriptions give an overview of the ante irregular taxa in which the caecum had been described rior stomach found in 51 echinoid families (Figure 2). [9]. However, the précisé evolutionary relationship We focus here on the general location of this part of between these structures has not yet been systemati the digestive tract within members of each family as cally elucidated, largely because a comprehensive ana well as the presence or absence of sub-structures. Intra- lysis encompassing ail major sea urchin taxa was not and inter-specific variability exists for certain internai

Table 1 Trilingual iist of terms assigned to the pouch encountered in irregular as well as to the dilation of the anterior stomach observed in "regular" sea urchin species by various authors

English French German aainal intestinal appendage diverticulum of the stomach appendice Blinddarm anterior caecum festoon appendice cecal Blindsack blind diverticulum first caecum caecum Blindsackbildung blind gut gastric caecum caecum gastrique Caecum blindsac intestinal appendage caecum stomacal Coecum blind sac pouch coecum stomacal Erstes Divertikel caecum sac cul-de-sac Divertikel coecum sac-like dilatation cul-de-sac antérieur de l'intestin Erweiterung digestive caecum sac-like swelling diverticule en cul-de-sac dilatation stomach caecum diverticulum dilation swelling diverticulum intestinal diverticulum glande intestinale

Usted in alphabetical order. 84 - Chapitre 5 -

techniques not used in this study hâve been shown to Histocidaridae (3) Ctenocidaridae (2) CIDAROIDA be essential in determining presence or absence of the Cidaridae(IO) Psychocidaridae(l) primary siphon [28]. The topographie reference System for our descriptions ECHINOTHURIOIDA Phormosomatidae (2) . Echinothurifdae (4) is based upon Lovén’s System [29] as depicted in Figure PEDINOIDA Pedinidae (2} 1 A, B [ambulacra I-V (Amb I-V) and interambulacra 1- Micropygidae(t) 5 (lAmb 1-5)]. Furthermore, Figures 3, 4, 5, 6, 7, 8 DIADEMATOIDA Aspidodiadematidae (4) ^ Diadematidae (9) dénoté whether the specimen is viewed aborally (AB), Incerta sedis Gtyptocidaridae(l) laterally (LA), or orally (OR). Figure 9 provides an Over Incerta sedis Stomopneustldae(l) View of the general sea urchin digestive tract morphol- ARBAGOIDA Arbaciidae (4) ogy - the models presented in this figure are entirely < UJ SALENIOIDA Saieniidae (4) based on 3D MRI datasets [25,30]. Finally, Figure 10 < Z TEMNOPLEUROIDA Temnopieufidae (7) provides three interactive 3D models of the digestive Z Trigonocidaridae (2) tracts of selected taxa. In ail figures within the présent Parasaieniidae (1) Parechinidae (5) article, except for a number of latéral views, Amb III is

DONTA Echinidae (8) ECHINOIDA CAMARO- Echlnometridae (9) always facing upwards. The images taken from the lit- Strongylocentrotidae (3) < UJ Toxopneustldae (8) erature hâve in some cases been modified slightly Q 0 through removal of labels used by the original author(s). Z ECHINONEOtDA Echintmeidae (1) Z U Apatopygidae (1) Ail images were chosen based on the quality and plausi- UJ Cassiduiidae (2) CASSIDULOIDA Echinolampadidae (1) bility in the manner in which digestive tract structures Neo!ampadidae(1)

EUECHINOIDEA in particular had been depicted. Oypeasteridae (7) Speciraens were aligned according to Lovén’s System ACROECHINOIDEA Arachnoididae (1) Laganidae (7) by first locating the axial complex within the specimen. Fibulariidae (1) 5TOMATA

NEOGNATHO- CLYPEASTEROiOA Rotulidae (2) The axial complex is a structure formed by various pri Echinarachniidae (1) < Dendrasteridae (S) mary and secondary body cavities which is located in £ Astridypeidae (2) 3 Mellitidae (3) lAmb 2 underneath the madreporic plate - see [31] for

O UJ Corystidae(l) a survey of this structure within the Echinoidea. Tables fiC K HOLASTEROIDA Urechinidae (2) Plexechinidae (1 ) 2 and 3 provide information on ail species analyzed Pourtalesiidae (3) within this study, in particular on the method forming Aeropsidae (1 ) ... Hemiasteridae (2) the basis of the description (i.e. dissection, MRI, or lit- Paleopneustidae (2) erature references [32-70]).

----- Prenasteridae(l) ATELO-

STOMATA Schizasteridae (8) SPATANGOIDA Brissidae (4) Brissopsidae (5) "Regularia" Loveniidae (3) ------Spatangidae (4) The digestive tract of “regular” sea urchin species con- Maretiidae (1}

Asterostomatidae (3) , sists of two loops that lie more or less on top of each Figure 2 List of higher sea urchin taxa analyzed in this study. other and usually bear so-called festoons, i.e. vertical Note that the monophyly of several of these taxa is still under inflections of the gut (Figure 9A-K). debate. The numbers in brackets designate the number of species Histocidaridae analyzed in each famiiy in the course of this study. This diagram is The anterior stomach of Histocidaris elegans, Histoci- based upon results obtained by numerous authors [74-84], daris variabilis (Figure 3A), and Poriocidaris purpumta is located in Amb III. The slightly curving esophagus is structures in sea urchins [25]. Therefore, we only men initially directed towards Amb III. The anterior stomach tion the relevant déviations from our general findings at spans Amb III horizontally and is composed of a single the family level. We regard the anterior stomach as festoon. A small dilation extends adapically immediately beginning immediately distal to the junction of esopha- distal to the junction of esophagus and stomach. gus and stomach in the vicinity of the branching-off Ctenocidaridae point of the primary siphon (some irregular taxa possess The morphology of the anterior stomach in Ctenocidaris a secondary siphon [5]). A certain degree of histological nutrix and Notocidaris gaussensis closely resembles that specialization is known to exist in the anterior part of found in the Histocidaridae. The anterior stomach spans the stomach in “regular” taxa [24,26,27], The primary Amb III horizontally close to its connection with the siphon, although a dérivative of the entire stomach esophagus, and is composed of a single festoon. A small and therefore also présent in the anterior stomach, is dilation extends adapically immediately distal to the not considered here, primarily because histological junction of esophagus and stomach.

85 - Chapitre 5 -

Histocidaris variabilis Odarisddaris Phormosoma bursarium (frotn [32]) (from [33]) (from [35])

Sperosoma obscurum Tromikosoma hispidum Asthenosoma ijimai Caenopedina hawaiiensis (from [35]) (from [35]) (from [35]) (from [37])

Caenopedina mirabilis Micropyga tuberculata Aspidodiadema meijerei Aspidodiadema hawaiiense (USNM31178) (from [35]) (from [32]) (USNM 27590)

Figure 3 Digestive tract anatomy of selected ‘regular' sea urchin taxa (Histocidaridae - Aspidodiadematidae). Histocidaridae (A),

Cidaridae (B, Q, Phormosomatidae (D), Echinothuriidae (E-G), Pedinidae (H, I), Micropygidae (J), and Aspidodiadematidae (K, L). AB = aboral view, OP = oral view, d = dilation, e = esophagus, f = festoon. Not to scale.

Cidaridae stomach. Stereocidaris indica deviates from this general Austrocidaris canaliculata, Cidaris cidaris (Figure 3B, description, with a situation that more closely resembles C), Eucidaris metularia (Figure 9A, interactive Figure that found in the Histocidaridae and the Ctenocidaridae. lOA), Eucidaris thouarsii, Eucidaris tribuloides, Gonioci- Psychocidaridae daris parasol, Hesperocidaris panamensis, Phyllacanthus The anterior stomach of Psychocidaris ohshimai is parvispinus, and Stylocidaris affinis are characterized by located at the border of lAmb 3 and Amb III. The eso an anterior stomach that is located at the border of phagus is initially directed towards Amb III and consists Amb III and LAmb 3. The esophagus is initially directed of a short, slightly curved tube. The anterior stomach towards lAmb 3-Amb III and consista of a short, consists of a single festoon. A small dilation extends straight tube. The anterior stomach consista of a single adapically and towards lAmb 2 just distal to the jonc festoon. A small dilation extends adapically just distal to tion of esophagus and stomach. the jonction of esophagus and stomach. In his detailed Phormosomatidae description of the internai anatomy of Cidaris cidaris, A long esophagus that is initially directed towards Amb Prouho [33] specifically mentioned the absence of any I connects the pharynx to the anterior stomach in Phor kind of caecum at the jonction of esophagus and mosoma bursarium (Figure 3D) and Phormosoma

86 - Chapitre 5 -

Astropyga radiata Echinothrix calamaris Echinothrix diadema Chaetodiadema pallidum (frorti [35]) (this study) (from [35]) (from [32])

Glyptocidaris crenularis Stomopneustes variolaris Arbacia lixula Coelopleurus floridanus (from [37]) (from [37]) (from [22]) (from [32])

Salenocidaris miliaris Salenia goesiana Salenia pattersoni Mespilia globulus (from [32]) (USNM10649) (from [32]) (CASIZ100609)

Figure 4 Digestive tract anatomy of selected "regular" sea urchin taxa (Diadematidae - Temnopleuridae). Diadematidae (A-D), Glyptocidaridae (E), Stomopneustidae (F), Arbadidae (G, H), Saleniidae (l-K), and Temnopleuridae (L). (G) from [22, Fig. 2, PI. Il] - reproduced in modified form with kind permission from Linstitut Océanographique, Fondation Albert 1er, Prince de Monaco. AB = aboral view, LA = latéral view, OR = oral view, d = dilation, e = esophagus, f = festoon. Not to scale.

placenta. The anterior stomach spans Amb III and is III after making almost a full tum. The anterior stomach located between lAmb 3 and lAmb 2. It consists of two of this species consists of two large, separate festoons separate festoons and a large latéral dilation within and a large dilation in lAmb 2. The size of the dilation lAmb 2. Unfortunately, Schurig [34] did not specifically can vary in echinothuriid species, being largest in Spero- mention the morphology of the anterior stomach in his soma obscurum and rather medium-sized in Tromiko- detailed report on the internai anatomy of Phomosoma soma hispidum (Figure 3F) and Tromikosoma tenue. bursarium and a number of other species of the The anterior stomach of Asthenosoma ijimai (Figure Echinothurioida. 3G) differs in lacking the dilation as well as the addi- Echinothuriidae tional festoon of the anterior stomach - however, a con- The digestive tract of the echinothuriid species analyzed spicuous structure, drawn as part of the intestine, so far is characterized by a long esophagus which can occupies the respective void in Amb III. sometimes double back on itself. The esophagus in Sper- Pedinidae osoma obscurum (Figure 3E) is initially directed towards The species of the genus Caenopedina that hâve been Amb II but connects with the anterior stomach in Amb analyzed so far possess an anterior stomach located

87 - Chapitre 5 -

Echinus esculentus Gracilechinus acutus Echinometra mathaei Evechinus chlorotkus (from[21]) (from [22]) (this study) (from [23])

Strongylocentrotus droebachiensis Strongylocentrotus purpuratus Sphaerechinus granularis Sphaerechinus granularis (from [13]) (CASIZ5724) (from [22]) (this study)

Figure 5 Digestive tract anatomy of selected "regular” sea urchin taxa (Parechinidae - Toxopneustidae), Parechinidae (A-D), Echinidae (E, F), Echinometridae (G, H), Strongylocentrotidae (I, J), and Toxopneustidae (K, L). (A) from [27„ Fig. 9] - reproduced in modified form with kind permission from Mr. Thierry Powis de Tenbossche. (C, F, K) from [22„ Figs. 1,4, 7, PI. Il] - reproduced in modified form with kind permission from Linstitut Océanographique, Fondation Albert 1er, Prince de Monaco. (H) from [23, Fig. 9] - reproduced in modified form with kind permission from The Royal Society of New Zealand. AB = aboral view, OR = oral view, d = dilation, e = esophagus, f = festoon. Not to scale.

between lAmb 3 and Amb III. The winding esophagus in Amb III. The anterior stomach consista of two sepa- is initially directed towards Amb IV in Caenopedina rate festoons and a latéral dilation located in lAmb 2. hawaiiensis (Figure 3H) and Caenopedina mirabilis This dilation extends considerably along the oral-aboral (Figure 31). The anterior stomach consista of two hori- axis of the species. Mortensen [38: 142] also noted that zontally fused festoons and a latéral dilation located in “at the passage from the long oesophagus to the intes Amb III. tine there is a large blindsac” (Mortensen’s usage of Micropygidae “intestine” = stomach in the présent article). The anterior stomach of Micropyga tuberculata (Figures Aspidodiadematidae 3J, 9B) is located in Amb III, but also reaches laterally The anterior stomach of Aspidodiadema jacobi, Aspido- into lAmb 2. The winding esophagus is initially directed diadema meijerei (Figure 3K), Aspidodiadema towards lAmb 5, but connects to the anterior stomach hawaiiense (Figure 3L), and Plesiodiadema indicum is

88 - Chapitre 5 -

Echinoneus cyclostomus Apatopygus recens Rhyncholampas padficus Neolampas rostellata (from [50]) (ZMK Mortensen collection) (from [13]) (MNHN EcEh 330)

Clypeaster destinatus Clypeaster rarispinus Arachnoides placenta Arachnoïdes placenta (from [51]) (from [51]) (CASIZ103170) (CASIZ 94172)

Figure 6 Digestive tract anatomy of selected irregular sea urchin taxa (Echinoneidae - Arachnoididae). Echinoneidae (A), Apatopygidae

(B), Cassidulidae (Q, Neolampadidae (D), Gypeasteridae (E, F), and Arachnoididae (G = juvénile specimen, H = adult specimen). AB = aboral view, LA = latéral view, OR = oral view, e = esophagus, p = pouch. Not to scale.

located between lAmb 3 and lAmb 2. The winding eso First loop of the foregut but can be distinguished from phagus is initially directed towards Amb IV before con the latter by its brighter colour”. Lewis also mentioned necting to the anterior stomach in Amb III. The the presence of “a valve at the junction of caecum and anterior stomach consists of two separate festoons and a foregut”. The above-mentioned dilation can be seen in a conspicuous latéral dilation located in lAmb 2. recent picture of Diadema setosum (Figure lA in 28: Diadematidae note the adaxial part of the crenulated structure at the Diadematids possess a complex anterior stomach that is right hand side of the junction of esophagus (es) and located between lAmb 2 and lAmb 3. The winding eso stomach (st)). In some diadematid species, particularly phagus is initially directed towards Amb IV or V. The in Astropyga, Diadema, and Echinothrix, a fusion of anterior part of the stomach in Astropyga radiata (Fig both “ends” of the lower gut loop through mesenteries ure 4A), Diadema antillarum, Diadema savignyi (Figure can be observed at the border of Amb III and lAmb 2 9C, interactive Figure lOB), Diadema setosum, Echino- (Figure 4A). thrix calamaris (Figure 4B), and Echinothrix diadema Glyptocidaridae (Figure 4C) consists of two separate festoons and a The only extant species in this femily, Glyptocidaris cre- well-developed dilation. This dilation seems to be less nularis (Figure 4E), is characterized by the presence of developed in Centrostephanus longispinus and Centroste- an anterior stomach that is located in Amb III. The phanus rodgersii. However, in Chaetodiadema pallidum winding esophagus is initially directed towards Amb IV. (Figure 4D), the anterior stomach is characterized by a The anterior stomach consists of two separate festoons single festoon only which is located in lAmb 3. Both the and a large dilation that extends slightly into lAmb 2. additional festoon and the dilation are absent from this Stomopneustidae species. According to Lewis [24; 552], the digestive tract The digestive tract of Stomopneustes variolaris (Figures of Diadema antillarum consisted “of five sections: eso 4F, 9D) is very similar to that found in Glyptocidaris phagus, caecum, foregut, hindgut, and rectum” and “The crenularis. The anterior stomach consists of two sepa caecum is a large blind sac. It is continuous with the rate festoons. The esophagus displays some degree of

89 - Chapitre 5 -

Echinarachnius pama Echinarachnius parma Scaphechinus tenais Dendraster excentricus (from [51]) (from [40]) (CASIZ110668) (from [57])

Sinaechinocyamus mai Echinodiscus auritus Encope stokesii Mellita quinquiesperforata (CASIZ uncataloged material) (from [51]) (CASIZ 3387) (from [40])

Figure 7 Digestive tract anatomy of selected irregular sea urchin taxa (Laganidae - Mellitidae) Laganidae (A, B), Fibulariidae (O, Rotulidae (D), Echinarachniidae (E, F), Dendrasteridae (G4), Astridypeidae U), and Mellitidae (K, L). (Fl) from [57, Fig. 3] - reproduced in modified form with kind permission from the Marine Biological Laboratory, Woods Fiole, MA, USA AB = aboral view, e = esophagus, s = sacculated abaxial edge of the stomach. Not to scale.

morphological variation and may initially be directed depressed aspect of the entire arbaciid gut, différentia towards Amb III or Amb IV. A large dilation is présent tion of separate festoons and dilations is difficult. How- at the border of Amb III and lAmb 2. ever, slight ondulations of mesenteries indicate the Arbaciidae presence of two horizontally fused festoons in Amb III The arbaciid species analyzed so far, Arbacia dufresnii, as well as a small dilation extending into LAmb 2. Arbacia lixula (Figures 4G, 9E), Arbacia punctulata, Saleniidae and Coelopleurus floridanus (Figure 4H), possess an Similar to that in arbaciid species, the saleniid gut does anterior stomach that is located in Amb III. The eso not exhibit pronounced vertical festooning. In Salenoci- phagus is initially directed towards Amb III, but later daris miliaris (Figure 41), Salenia goesiana (Figure 4J), undulates towards lAmb 2 proximal to its jonction with Salenocidaris hastigera (Figure 9F), and Salenia patter- the stomach in Amb III. Due to the horizontally more soni (Figure 4K), the short esophagus is initially directed

90 - Chapitre 5 -

Pourtalesiajeffreysi Pourtaleiia hispida Aeropsis fulva Hemiaster expergitus (from [62]) (ZMH E7349) (CASIZ113902) (NHM 1914.1.30.66-9)

Brisaster latifrons (from Sampson, unpublished data) ■■4 .

Echinocardium cordatum Spatangus purpureus Spatangus purpureus Heterobrissus niasicus (this study) (from [8]) (this study) (from [69])

Figure 8 Digestive tract anatomy of selected irregular sea urchin taxa (Corystidae - Spatangidae). Corystidae (A), Urechinidae (B-D), Pourtalesiidae (E, F), Aeropsidae (G), Hemiasteridae (H), Schizasteridae (I), Brissidae (J, K), Brissopsidae (L), Loveniidae (M), Spatangidae (N, O), and Asterostomatidae (P). (K) from [67, Fig. 11] - reproduced in modified form with kind permission from the Rosenstiel School of Marine and Atmospheric Science. AB = aboral view, LA = latéral view, OB = oral view, e = esophagus, p = pouch. Not to scale.

91 - Chapitre 5 -

Eucidaris metularia Micropyga tuberculata Diadema savignyi Stomopneustesvariolaris Arbacia lixula (NHM 1969.5.1.15-40) (NHM 98.8.8.45/6) (thisstudy) (U5NME45930) (NHM 1952.3.26.31-36)

Salenocidaris hastigera Mespilia globulus Genocidaris maculata Psammechinus miliaris Echinometra mathaei (ZMB5816) (ZMB5620) (ZMB5827) (this study) (NHM 1969.5.1.61-75)

m 1

J Strongyl. purpuratus Echinoneus cyclostomus CassiduluscaribaearumL Echinolompasdepressa Clypeaster reticulatus (CA5IZ5724) (NHM 1969.5.1.105) (CA5IZ112632) (USNME32955) (U5NM 34282)

Laganum laganum Rotula deciesdigitata Echinarachnius parma Pourtalesia wandeli Abatus cavemosus (CA5IZ 94344) (ZMB2169) (ZSM 20011676) (NHM 1976.7.30.76-95) (ZMB 5854)

Figure 9 Comparative anatomy of the sea urchin digestive tract, (A-T) Aboral views of 3D models that were produced based on magnetic résonance imaging scans of 20 sea urchin species. Cidaridae (A), Micropygidae (B), Diadematidae (Q, Stomopneustidae (D), Arbaciidae (E), Saleniidae (F), Temnopleuridae (G), Trigonocidaridae (H), Parechinidae (I), Echinometridae (J), Strongylocentrotidae (K), Echinoneidae (L), Cassidulidae (M), Echinolampadidae (N), Gypeasteridae (0), Laganidae (P), Rotulidae (Q), Echinarachniidae (R), Pourtalesiidae (S), Schizasteridae ff). Dark Wue = main digestive traa (comprising the latéral dilation in 'regular* euechinoid species (B-K)); cyan = thin-walled pouch(es) in irregular sea urchin species. Not to scale.

towards Amb III where it connects to the anterior sto- inflatus, Mespilia globulus (Figures 4L, 9G), Pseudechi- mach. This part of the gut sparts between Amb III and nus magellanicus, Salmacis bicolor, Temnopleurus lAmb 3 and displays a small latéral dilation directed michaelseni, and Temnopleurus toreumaticus. MRI towards LAmb 2. Slight ondulations of mesenteries indi- analyses indicate that in ail species the slightly wind- cate the presence of two horizontally fused festoons in ing esophagus is initially directed towards Amb III. Amb III. The anterior stomach is characterized by the presence Temnopleuridae of two horizontally fused festoons located in Amb III. Information on the internai anatomy of temnopleurids A small dilation is directed adapically and towards is available for Amblypneustes pallidus, Holopneustes lAmb 2.

92 - Chapitre 5 -

Figure 10 Homology of the sea urchin gastric caecum based on ils location as a primary criterion. (A-C) Interaaive 3D PDF models of the digestive tract of two "régulât" [Eucidaris mewlaria (A), Diadema savignyi (B)] and one irregular [Echinoneus cydostomus (Q] sea urchin species. Left-click onto each of the three images in order to activate the embedded 3D models, Labeling désignâtes the structures we consider homologous. Note that the 3D model of Diadema savignyi (B) depias a modelling artefaa due to the close proximity of esophagus and reaum: both struaures seem to be fused, although they are dearly not in reality, Please refer to [88-90] for an in-depth explanation of how to manipulate and generate publication-embedded 3D PDF models. This interactive 3D figure requires Adobe Reader 8.0 or higher to operate. Not to scale.

Trigonocidaridae Amb III. The short esophagus is initially directed MRI scans of Genocidaris maculata (Figure 9H) and towards Amb III where it also connects to the anterior Trigonocidaris albida reveal the presence of the anterior stomach. The two individual festoons in Amb III are stomach in Amb III. The short esophagus is initially horizontally fused. A small dilation is located just distal directed towards Amb III, where it connects to the sto to the jonction of esophagus and anterior stomach. Sev- mach. Whereas the anterior stomach in Trigonocidaris eral authors hâve noted this dilation in Paracentrotus albida spans the entire Amb III, also reaching into lividus, among them Koehler [9], Tiedemann [20], lAmb 2, the anterior stomach in Genocidaris maculata Valentin [21], and Bonnet [22]. is located mainly in lAmb 3 and only slightly extends Echinidae into Amb III. However, both species are characterized Data on the anterior stomach of echinids are available by a small dilation of the anterior stomach pointing ada- for eight species: Echinus esculentus (Figure 5E), Echinus pically distal to the jonction of esophagus and stomach. melo, Gracilechinus acutus (Figure 5F), Gracilechinus Due to the flattened aspect of the entire stomach it is alexandri, Polyechinus agulhensis, Sterechinus agassizi, hard to differentiate individual festoons, but slight ondu Sterechinus antarcticus, and Sterechinus neumayeri. In lations of mesenteries indicate the presence of two hori- ail species, the anterior stomach is largely located in zontally fused festoons in Amb III. Amb III, but also extends slightly into lAmb 2. The Parasaleniidae moderately winding esophagus is initially directed Ail known species in this monogeneric family are char towards Amb III, where it also connects to the anterior acterized by an oval test. In Parasalenia gratiosa, the stomach. This part of the digestive tract is characterized only species analyzed here, the anterior stomach is lar- by the presence of two horizontally fused festoons as gely located in Amb III, but reaches into LAmb 2 and 3 well as a small dilation that reaches into lAmb 2. as well. The winding esophagus is initially directed According to Koehler [9], this dilation distal to the jonc towards lAmb 3, but distally bends towards Amb III tion of the esophagus with the anterior stomach is more where it enters the stomach. The anterior stomach con- developed in Echinus melo than in Echinus esculentus. sists of two separate festoons as well as a large dilation Echinometridae located at the border of Amb III and lAmb 2. This dila This taxon incorporâtes species with either an oval or tion extends towards the apex. circular test. The anterior stomach in Caenocentrotus Parechinidae gibbosus, Echinometra lucunter, Echinometra mathaei In specimens of Loxechinus albus, Paracentrotus lividus (Figures 5G, 9J), Echinometra viridis, Echinostrephus (Figures IB, D; 5A, B), Parechinus angulosus, Psamme- molaris, Evechinus chloroticus (Figure 5H), Heliocidaris chinus microtuberculatus, and Psammechinus miliaris crassispina, Heliocidaris erythrogramma, and Heterocen- (Figures 5C, D; 91), the anterior stomach is located in trotus mammillatus is largely located in Amb III, but

93 - Chapitre 5 -

Table 2 List of "regular"sea urchin taxa included in this study

Order Family Spedes Method used Specimen ID Reference

Cidaroida Claus, 1880 Histocidaridae Lambert, Histocidaris elegam (Agassiz, MRI (81 pm)^ ZMH E907 this study 1900 1879)

Histocidaris variabilis (Agassiz Disseaion - 132] & Clark, 1907)

Poriocidaris purpurata (Wyville Disseaion - this study Thomson, 1872)

Ctenocidaridae Ctenoddaris nutrix (Wyville MRI (79 pm)^ disseaion NHM 1956.10.5.1, AAD this study Mortensen, 1928 Thomson, 1876) uncataloged material

Notocidaris gaussensis MRI (79 pm)’ ZMB 5456 this study Mortensen, 1909

Cidaridae Gray, 1825 Austrocidaris canaliculato MRI (79 pm)^ ZMB 2244 this study (Agassiz, 1863)

Odaris cidaris (Linnaeus, MRI (81 pm)^ disseaion NHM 1925.10.30.103-113, [33], this 1758) ZMB 4803 study

Eaddaris roetularia (de MRI (81 pm)^ NHM 1969.5.1.15^ this study Lamarck, 1816)

Eucidaris thouarsii (Agassiz & MRI 50 X 50 X 200 pm^ ZMB 1369 this study Desor, 1847)

Eucidaris tribuloides MRI 50 X 50 X 200 pm^ ZMB 5474 this study Desmoulins, 1835

Goniocidaris parasol Fell, 1958 Disseaion NIWA 18974 this study

Hesperocidaris panamertsis MRI 50 X 50 X 200 pm^ ZMB 5407 this study (Agassiz, 1898)

Phyllacanthus parvispinus Disseaion - this study Tenison Woods, 1880

Stereocidaris Mica Dôderlein, MRI (79 pm)^ ZMB 7364 this study 1901

Stylocidaris affinis (Philippi, Disseaion - this study 1845)

Psychocidaridae Ikeda, Psychocidaris ohshimai Ikeda, MRi (79 pm)^ NHMW 200Z0097/0001 this study 1936 1935

Echinothurioida Claus, Phormosomatidae Phorroosoma bursarium Disseaion NiWA 45056, AM J.16209 [34,35], this 1880 Mortensen, 1934 Agassiz, 1881 study

Phorroosoma placenta Wyville Disseaion ZMK Mortensen colleaion this study Thomson, 1872

Echinothuriidae Wyville Asthenosoma ijimai Disseaion - [35] Thomson, 1872 Yoshiwara, 1897

Sperosoma obscurum Agassiz Disseaion - [35] & Clark, 1907

Troroikosoma hispidum Disseaion - [35] (Agassiz, 1898)

Tromikosoma tenue (Agassiz, Disseaion - [36] 1879)

Pedinoida Mortensen, Pedinidae Pomel, 1883 Caenopedina hawaiiensis Disseaion - [37] 1939 Agassiz & Clark, 1907

Caenopedina mirabilis MRI (81 pm)^ disseaion USNM 31178, USNM this study (Dôderlein, 1885) 31182, AM J.24188

Diadematoida Micropygidae Micropyga tuberculata MRi (81 pm)^ disseaion NHM 98.8.8.45/6, ZMK [35381, this Duncan, 1889 Mortensen, 1903 Agassiz, 1879 Mortensen colleaion study

Aspidodiadematidae Aspidodiadema hawaiiense MRi (81 pm)^ disseaion USNM 27590 this study Duncan, 1889 Mortensen, 1939

Aspidodiadema jacobi Agassiz, Disseaion - [39] 1880

Aspidodiadema meijerei Disseaion - [32] (Dôderlein, 1906)

94 - Chapitre 5 -

Table 2 List of "regular"sea urchin taxa included in this study (Continuée!)

Plesiodiadema indicum MRI (81 |jm)^ ZMB 7232 this study (Dôderlein, 1900)

Diadematidae Gray, Astropyga radiata (Leske, Dissection - [35] 1855 1778)

Centrostephonus longispinus MRI (66 gm)^ NHM 1952.3.26.64-8 this study (Philippi, 1845)

Centrostephonus rodgersii Disseaion - this study (Agassiz, 1863)

Chaetodiadema pallidum Disseaion - [32] (Agassiz & Clark, 1907)

Diadema antillarum Philippi, MRI 50 X 50 X 200 ZMB 4374 [24], this 1845 pm^ dissection study

Diadema savignyi Michelin, MRI (40 pm)^ - this study 1845

Diadema setosum (Leske, Dissection - [13,28], this 1778) study

Echinothrix calamoris (Pallas, Dissection - this study 1774)

Echinothrix diadema MRI 50 X 50 X 200 ZMB 2346 [35], this (Linnaeus, 1758) pm^ disseaion study incerta sedis Glyptocidaridae Jensen, Gptocidaris crenularis Disseaion “ [37] 1982 Agassiz, 1864

Incerta sedis Stomopneustidae Stomopneustes variolaris (de MRI (81 pm)^ disseaion USNM E45930 [37], this Mortensen, 1903 Lamarck, 1816) study

Arbacioida Gregory, Arbadidae Gray, 1855 Arbacia dufresnii (de Blainville, MRI 50 X 50 X 200 pm^ ZMB 2222 this study 1900 1825)

Arbacia lixuia (Linnaeus, 1758) MRI (81 pm)^ disseaion NHM 1952.3.26.31-36, ZMB [22], this 7203 study

Arbacia punaulata (de Disseaion - [40] Lamarck, 1816)

Cœlopleurus floridanus Disseaion - [32] Agassiz, 1871

Salenioida Delage & Saleniidae Agassiz, 1838 Salenia gœsiana Lovén, 1874 Disseaion USNM 10649 this study Herouard, 1903

Salenia pattersoni Agassiz, Disseaion - [32] 1878

Salenocidaris hastigera MRI (81 pm)^ ZMB 5816 this study Agassiz, 1869

Salenocidaris miliaris Agassiz, Disseaion - [32] 1869

Temnopleuroida Temnopleuridae Amblypneustes pollidus (de MRI 50 X 50 X 200 pm’ ZMB 6334 this study Mortensen, 1942 Agassiz, 1872 Lamarck, 1816)

Holopneustes inflatus Lutken, MRI 50 X 50 X 200 pm^ ZMB 2639 this study 1872

Mespilia globulus (Linnaeus, MRI (44 pm)^ ZMB 5620, CASIZ 100609 this study 1758)

Pseudechinus mogellanicus MRI 50 X 50 X 200 pm^ ZMB 2188 this study Philippi, 1857

Salmacis bicolor (Agassi4 Disseaion - [41] 1846)

Temnopleurus michaelseni MRI 50 X 50 X 200 pm^ ZMB 6331 this study (Dôderlein, 1914)

Temnopleurus toreumaticus MRI 78 X 78 X 300 ZMB 5511, ZMB 2802 this study (Leske, 1778) pm^ disseaion

Trigonocidarldae Genocidaris maculata Agassiz, MRI (36 pm)^ ZMB 5827 this study Mortensen, 1903 1869

95 - Chapitre 5 -

Table 2 List of "regutar"sea urchin taxa included in this study (Continuée!)

Trigonocidaris albida Agassii MRI (32 pm)^ ZSM 20012468 this study 1869

Echinoida Troschel, Parasaleniidae Parosotenia gratiosa Agassiz, MRI (79 pm)^ NHM 19832.15.7 this study 1872 Mortensen, 1940 1864

Parechinidae Loxechinus albus (Moiina, MRI 50 X 50 X 200 pm^ NHM 1966.927.35 this study Mortensen, 1903 1782)

Parocentrotus lividui (de MRI (81 pm)^ disseaion - 120-2227], Lamarck, 1816) this study

Parechinm angulosus (Leske, MRI 50 X 50 X 200 pm’ ZMB 5644 this study 1778)

Psammechinus MRI 50 X 50 X 200 ZMB 4770 [22], this microtuberculatus (de pm^, disseaion study Blainville, 1825)

Psammechinus miliaris MRI (44 pm)^ disseaion - [22,42], this (Muller, 1771) study

Echinidae Gray, 1825 Echinus esculentus ünnaeus, MRI (81 pm)^ disseaion ZMB 3826 [21,4346], 1758 this study

Echinus meb de Lamarck, Disseaion - [9] 1816

Gracilechinus ocutus (de MRI 78 X 78 X 300 ZMB 3604 [22], this Lamarck, 1816) pm^ disseaion study

Gracilechinus alexondri MRI 50 X 50 X 200 pm^ ZMB 4340 this study (Danieissen & Koren, 1883)

Polyechinus agulhensis MRI 50 X 50 X 200 pm^ ZMB 7219 this study (Dôderlein, 1905)

Sterechinus agossizi MRI (79 pm)’ NHM 1914.8.12.126-127 this study Mortensen, 1910

Sterechinus antarcticus MRI 50 X 50 X 200 pm^ ZMB 5439 this study Koehler, 1901

Sterechinus neumayeri MRI 50 X 50 X 200 pm^ ZMB uncataloged material this study (Meissner, 1900)

Echinometridae Gray, Caenocentrotus gibbosus MRI 50 X 50 X 200 pm^ ZMB 5405 this study 1855 (Agassiz & Desor, 1840)

Echinometra lucunter Disseaion ZMB 5511 this study (Linnaeus, 1758)

Echinometra mathoei (de MRI (81 pm)^ NHM 1969.5.1.61-75 this study Blainville, 1825)

Echinometra viridis Agassiz, MRI 50 X 50 X 200 ZMB 1827, ZMB 5503 this study 1863 pm^ disseaion

Echinostrephus molaris (de MRI 50 X 50 X 200 pm^ ZMB 4000 this study Blainville, 1825)

Evechinus chloroticus Disseaion - [23] (Valenciennes, 1846)

Heliocidaris crassispina MRI 50 X 50 X 200 pm^ ZMB 6424 this study (Agassi4 1863)

Heiiocidaris erythrogramma MRI 50 X 50 X 200 pm^ ZMB 5745 this study (Valenciennes, 1846)

Heterocentrotus mammillatus MRI 50 X 50 X 200 pm^ ZMB 1567 this study (Linnaeus, 1758)

Strongylocentrotidae Pseudocentrotus depressus MRI 50 X 50 X 200 pm^ ZMB 6426 this study Gregory, 1900 (Agassiz, 1863)

Strongylocentrotus MRI 50 X 50 X 200 ZMB 4446, ZMB 4422 [13,47], this droebachiensis (Muller, 1776) pm^ disseaion study

Strongylocentrotus purpuratus MRI (44 pm)^ disseaion CASIZ 5724 [26], this (Stimpson, 1857) study

Toxopneustidae Gymnechinus robillardi (de MRI (79 pm)^ NHM 1890.6.27.5-8 this study Troschel, 1872 Loriol, 1883)

96 - Chapitre 5 -

Table 2 List of "regular"sea urchin taxa included in this study (Continuée!)

Lytechinus variegatus (de MRI 50 X 50 X 200 ZMB 5517 this study Lamarck, 1816) lim^ disseaion

Nudechinus scotiopremnus MRI 50 X 50 X 200 ZMB 6130 this study Clark, 1912

Sphaerechinus granularis (de MRI (81 ^lm)^ disseaion ZMB 2366, ZMB 7204 [22,48], this Lamarck, 1816) study

Toxopneustes pileolus (de MRI 50 X 50 X 200 pm^ ZMB 3871 this study Lamarck, 1816)

Tripneustes esculentus (Leske, MRI 50 X 50 X 200 pm^ ZMB 5498 this study 1778)

Tripneustes gratilla (Linnaeus, MRI 78 X 78 X 300 pm^ ZMB 3863 this study 1758)

Tripneustes ventricosus de Disseaion - [49] Lamarck, 1816

The table provides Information on every species studied so far with regard to digestive tract anatomy, listing the method(s) used, the specimen ID of muséum specimens where applicable, and the respective references. Numbers in brackets behind "MRI" represent the resolution of the dataset An overvIew of scanning parameters is provided by (25,86). thIs study = specimens were dissected and/or scanned in the course of this study; see the 'List of abbreviations used' section for an explanation of abbreviations. extends into lAmb 2 and 3 as well. The winding esopha- dilation of the anterior stomach, largely located in lAmb gus is initially directed towards the apex before descend- 2, is oriented adapically. The esophagus in Tripneustes ing towards lAmb 3; it joins the anterior stomach in spp. doubles back on itself [49]. Amb III. The anterior stomach is characterized by the presence of two separate festoons and a large, adapically Irregularia oriented dilation located near lAmb 2. McRae [23; 238] Irregular sea urchins can be distinguished ffom “regular” described the internai anatomy of Evechinus chloroticus species by the absence of festoons in their entire diges and noted that the anterior stomach is characterized by tive tract (Figure 9L-T). the presence of a “sac-like dilatation” that is connected Echinoneidae to esophagus and axial complex “through sheets of The anterior stomach of Echinoneus cyclostomus (Fig mesentery”. ures 6A, 9L, interactive Figure lOC) is located in Amb Strongylocentrotidae III and also extends into lAmb 3. The short esophagus The anterior stomach of Pseudocentrotus depressus, ascends ffom the mouth towards Amb III where it joins Strongylocentrotus droebachiensis (Figure 51), and Stron- the anterior stomach. A large pouch is located in Amb gylocentrotus purpuratus (Figures 5J; 9K) is located in III distal to the junction of esophagus and anterior sto Amb III. The moderately winding esophagus is initially mach. The pouch is connected to the anterior stomach directed towards the apex before descending towards through a small opening in the middle of the lower rim lAmb 3; it later connects to the anterior stomach in of the pouch. In latéral view, the pouch is triangular, Amb 111. The two individual festoons in Amb III are with one apex towards the echinoid’s anterior edge. The horizontally fused for parts of their length. A small dila aboral edge of the pouch closely follows the arched tion occurs immediately distal to the connection of eso form of the test in Amb III. This pouch extends from phagus and stomach. This dilation is directed adapically the anterior part of the stomach in Amb III, close to the and extends into lAmb 2. ampuUae of the tube feet, until it reaches the axial com Toxopneustidae plex located in the central oral-aboral axis. The surface The species that so far hâve been analyzed in this taxon of the pouch is covered with numerous small folds. The ail possess a prominent anterior stomach located in pouch is broader at its adorai edge than towards the Amb III. In Gymnechinus robillardi, Lytechinus variega- apex. tus, Nudechinus scotiopremnus, Sphaerechinus granularis Apatopygidae (Figure 5K, L), Toxopneustes pileolus, Tripneustes escu- The anterior stomach of Apatoypgus recens (Figure 6B) lentus, Tripneustes gratilla, and Tripneustes ventricosus, is located in Amb III. The short esophagus ascends the two individual festoons of the anterior stomach are from the mouth towards Amb III where it joins the moderately fused and located in Amb III. The winding, anterior stomach. The apical side of the anterior sto short esophagus is initially directed towards the apex mach is characterized by the presence of a large pouch before descending towards lAmb 3; it later connects to that extends obliquely within Amb 111 from the anterior the anterior stomach in Amb III. A variably sized part close to the test, until it reaches the axial complex

97 - Chapitre 5 -

Table 3 List of irregular sea urchin taxa included in this study

Order Family Spedes Method used Spedmen ID Reference

Echinoneoida Clark, Echinonadae Agassiz Echinoneus cydostomus MRI (66 pm)^ NHM 1969.5.1.105, ZMB4963 [50], this study 1925 & Desor, 1847 Leske, 1778 disseaion

Cassiduloida Agassiz & Apatopygidae Kier, Apowpygus recens Dissection ZMK Mortensen colleaion this study Desor, 1847 1962 (Mortensen, 1948)

Cassidulidae Agassiz & Cassidulus coriboeorum de MRI (81 pm)^ CASIZ 112632 [70], this study Desor, 1847 Lamarck, 1801

Rhyncholampas pacificus Dissection - [13] (Agassiz, 1863)

Echinolampadidae Echinolampas depresso MRI (81 pm)-’ USNM E32955 this study Gray, 1851 Gray, 1851

Neolampadidae Neolampas rostellata MRI (81 pm)^ MNHN EcEh 330 this study Lambert, 1918 Agassiz, 1869 dissection

Clypeasteroida Agassiz, Clypeasteridae Oypeaster annandolei Disseaion [51] 1835 Agassiz, 1835 Koehler, 1922

Oypeaster destinatus Disseaion - [51] Koehler, 1922

Oypeaster europacificus Disseaion CASIZ 101408 this study Clark, 1914

Oypeaster humilis (Leske, Disseaion - [51] 1778)

Oypeaster rarispinus de Dissection - [51] Meijere, 1903

Oypeaster reticuhtus MRI (81 pm)^ USNM 34282 [51], this study (Unnaeus, 1758)

Oypeaster rosaceus MRI (96 pm)-’, ZMB 2520 [13], this study (Unnaeus, 1758) disseaion

Arachnoididae Arachnoïdes placenta MRI (81 pm)’, ZMB 1439, CASIZ 93620, CASIZ [51], this study Duncan, 1889 (Unnaeus, 1758) disseaion 103170, CASIZ 94172

Laganidae Agassiz, Loganum bonani Klein, Disseaion - [51] 1873 1734

Laganum décagonale de Disseaion - [SI] Blainville, 1827

Laganum depressum MRI (86 pm) NHM 1932.4.28.227-34 [51], this study Agassiz, 1841 disseaion

Laganum pubini (Koehler, MRI (44 pm) ’ NHM 1979.1.25.52-60 this study 1922)

Laganum laganum (Leske, MRI (81 pm)’ CASIZ 94344 [51], this study 1778)

Peronella lesueuri (Agassiz, MRI (81 pm)’, MNHN EcEh 79 [51], this study 1841) disseaion

Peronëla orbicularis Leske, MRI (81 pm)’, MNHN EcEh 77 [52], this study 1778 disseaion

Fibulariidae Gray, 1855 Echinocyamus pusillus MRI 20 X 18 X - [52], this study (Müller, 1776) 18 pm’

Rotulidae Gray, 1855 Eibulariella acuta Disseaion CASIZ uncataloged material this study (Yoshiwara, 1898)

Rotula deciesdigitata (Leske, MRI (81 pm)’, ZMB 2169 [53], this study 1778) disseaion

Echinarachniidae Echinaracbnius parma (de Disseaion ZSM 20011676, CASIZ 157683 [40,45,51,54], this Lambert, 1914 Lamarck, 1816) study

Dendrasteridae Dendraster excentricus Disseaion - [54-58], this study Lambert, 1900 (Eschschofe, 1831)

Scaphechinus griseus Disseaion - [59] (Mortensen, 1927)

Scaphechinus mirabilis Disseaion - [59] Agassiz, 1863 98 - Chapitre 5 -

Table 3 List of irregular sea urchin taxa included in this study (Continuée!)

Scophechinus tenuis Dissection CASIZ 110668 this study (Yoshiwara, 1898)

Sinaechinocyamus mai Disseaion CASIZ uncatalogued material this study (Wang, 1984)

Astriclypeidae Astridypeus monnii Verrill, Dissection - this study Stefanini, 1912 1867

Echinodiscus auritus Leske, Disseaion - [51] 1778

Mellitidae Stefanini, Encope stokesii Agassiz, Disseaion CASIZ 3387 this study 1912 1841

Leodia sexiesperforow Disseaion - [59] (Leske, 1778)

Mellita quinquiesperforata Disseaion “ [40,54,60,61], this (Leske, 1778) study

Holasteroida Durham & Corystidae Foster & Corystus relictus (de Disseaion ZMK Mortensen coiieaion this study Melville, 1957 Philip, 1978 Meijere, 1902)

Urechinidae Duncan, Antrechinus nordenskjoldi Disseaion ZMH E7350 this study 1889 (Mortensen, 1905)

Urechinus naresianus Disseaion NHM 1903.8.1.100-104 [28,62], this study Agassiz, 1879

Plexechinidae Mooi & Plexechinui aoteonus Disseaion ZMH E7345 this study David, 1996 McKnight, 1974

Pourtalesiidae Agassiz, Pourtalesia hispida Agassiz, Disseaion ZMH E7349 this study 1881 1879

Pourtalesia jeffreysi Wyville MRI (81 ^Jm)^ ZSM 20011456 [62], this study Thomson, 1872 disseaion

Pourtalesia wandeli MRI (86 pm)^ NHM 1976.7.30.76-95 this study Mortensen, 1905

Spatangoida Agassiz, Aeropsidae Lambert, Aeropsis fulva (Agassiz, Disseaion CASIZ 113902 this study 1840 1896 1881)

Hemiasteridae Clark, Hemiaster expergitus Disseaion NHM 1914.1.30.66-9 this study 1917 (Lovén, 1874)

Hemiaster hickmarmi Disseaion - [63] Koehler, 1914

Paleopneustidae Paleopneustes cristatus Disseaion - [64] Agassiz, 1904 Agassiz, 1873

Paleopr)eustes tholoformis Disseaion - [64] Chesher, 1968

Prenasteridae Lambert, Prenaster enodatus Disseaion - [64] 1905 (Chesher, 1968)

Schizasterldae Abatus camnosus (Philippi, MRI (81 pm)^ ZMB 5854 this study Lambert, 1905 1845)

Abatus cordatus (Verrill, Disseaion ZMB 5437 this study 1876)

Acesfe ovata Agassiz & Disseaion - [63] Clark, 1907

Brisaster ar^taraicus Disseaion AAD uncataloged material this study (Dbderlein, 1906)

Brisaster fragilis (Duben & Dissection ZMB 2766 this study Koren, 1846)

Brisaster latifrons (Agassiz, Disseaion Sampson 1898) (unpublished data)

Hypselaster kempi (Koehler, Disseaion - [63] 1914)

Schizoster car)aliferus (de Disseaion - [9,65] Lamarck, 1816)

99 - Chapitre 5 -

Table 3 List of irregular sea urchin taxa included in this study (Continued)

Brissidae Gray, 1855 Brissus agassizii Ddderlein, Disseaion - this study 1885

Brissus unicolor (Leske, Dissection - [9,66] 1778)

Meoma ventricosa Dissection - [67], this study (Lamarck, 1816)

Metalia sr&nalis Lamarck, Dissection - [13] 1816

Brissopsidae Lambert Brissopsis alto Mortensen, Dissection - [64] 1905 1907

Brissopsis atlontica Dissection - [64] Mortensen, 1907

Brissopsis ehngaw Dissection - [64] Mortensen, 1907

Brissopsis lyrifera (Forbes, Dissection ZMB 7259 [9,64], this study 1841)

Brissopsis medimanea Dissection - [64] Mortensen, 1913

Loveniidae Lambert Echinocardium cordatum MRi (81 Mm)^ - [12,15,68], this 1905 (Pennant 1777) disseaion study

Echinocardium Bovescens Disseaion - [9] (Müllet 1776)

Lovenia subcarinata (Gray, Disseaion - [4] 1845)

Spatangidae Gray, Plethotoenia angularis Disseaion - [64] 1825 Chesher, 1968

Plethotaenia spatangoides Disseaion - [64] Agassiz, 1883

Pseudomaretia alta MRI (81 pm)^ ZSM 20011608 this study (Agassiz, 1863)

Spatangus purpureus MRI (81 pm)^ ZMB 3236 [8,9,17,66], this Müller, 1776 disseaion study

Maretiidae Lambert, Maretia planulata (de Disseaion - [4] 1905 Lamarck, 1816)

Asterostomatidae Elipneustes denudatus Disseaion - [63] Piaet 1857 (Koehler, 1914)

Heterobrissus hemingi Disseaion - [63] (Anderson, 1902)

Heterobrissus niasicus Disseaion - [69] (Doderlein, 1901)

The table provides information on every species studied so far with regard to digestive tract anatomy, listing the method(s) used, the specimen ID of muséum specimens where applicable, and the respective references. Numbers in brackets behind "MRI” represent the resolution of the dataset. An OverView of scanning parameters is provided by [25,86]. this study = specimens were dissected and/or scanned in the course of this study; see the 'List of abbreviations used' section for an explanation of abbreviations.

that bulges anteriorly. The pouch is connected to the located in Amb 111 and lAmb 3. The short esophagus anterior stomach through a broad canal located at the ascends from the mouth towards Amb III until it joins anterior end of its adorai edge. The general form of the the anterior stomach. At the jonction of esophagus and pouch is triangular, the anterior point being located in anterior stomach, a cluster of small, smooth, fmger-like Amb III. The surface of the pouch is characterized by pouches can be found. These pouches are directed numerous folds running along the oral-aboral axis. The towards the apex of Amb III and split into two smaller aboral edge of the pouch closely follows the arched clusters, one directed laterally towards lAmb 2, the form of the test in Amb III. other oriented towards lAmb 3. The number of pouches Cassidulidae in an adult specimen of Cassidulus caribaearum was In Cassidulus caribaearum (Figure 9M) and Rhyncho- found to be approximately four to six on each side. The lampas pacificus (Figure 6C), the anterior stomach is apical side of the entire structure is in close proximity

100 - Chapitre 5 -

to the apical part of the test of Amb III. Agassiz [13] axis and the anterior tip of the test in Amb 111, a cluster and Gladfelter [70] provided similar descriptions of this of pouches shaped like bunches of grapes extends later cluster of pouches located at the apex of the anterior ally from the anterior stomach into lAmb 2. This cluster stomach. is présent both in juvénile (Figure 6G) and adult speci Echinolampadidae mens (Figure 6H), although its relative size seems to The anterior stomach of Echinolampas depressa (Figure increase with âge. The surface of each of the numerous 9N) is primarily located in lAmb 3, but reaches into individual pouches is smooth; some are more elongated Amb 111 as well. A short esophagus ascends from the than others. In adult specimens (ca. 10 cm test dia- mouth towards Amb 111 where it joins the anterior sto meter), the entire cluster may attain a length of approxi mach. At the apical part of the anterior stomach, a clus mately 2 cm. Koehler [51; 27] described this structure as ter of small, smooth, pointed pouches are located. As in a “glande intestinale”. Cassidulus, these pouches are directed towards the apex Laganidae of Amb 111 and later divide to form two smaller clusters The anterior stomach in Laganum bonani, Laganum that are directed laterally, one towards lAmb 2, the décagonale, Laganum depressum, Laganum joubini, other towards lAmb 3. The pouches are wedged Laganum laganum (Figures 7A, 9P), as well as in Pero- between the upper coil of the digestive tract and are not nella lesueuri and Peronella orbicularis (Figure 7B) is in close proximity to the apical part of the test in Amb located in Amb III and lAmb 2, in some species extend- 111. The number of pouches in an adult specimen of ing well into Amb II. A short and broad esophagus Echinolampas depressa was found to be approximately reaches from the surface of Aristotle’s lantern towards eight to twelve on each side. the anterior stomach in lAmb 2. The antero-lateral edge Neolampadidae of the anterior stomach is slightly lobate in some spe The digestive tract of the single specimen of Neolampas cies, particularly so in Laganum laganum. No particular rostellata (Figure 6D) that could be analyzed in the- dilation or pouch of the anterior stomach was observed course of this study is characterized by the presence of in members of this taxon. Mortensen [71: 246] stated the anterior stomach in Amb III. The short esophagus that in the Laganidae “...the intestinal gland appears to ascends from the mouth towards the anterior stomach, be lacking completely, in contradistinction to the Cly- joining it in Amb III. A considérable dilation or pouch peastrids proper and Arachnoïdes." can be found branching off the anterior stomach Fibulariidae towards lAmb 2. On the apical side of this structure, The digestive tract of Echinocyamus pusillus (Figure 7C) another knob-like dilation or pouch can be found. Its is characterized by the presence of the anterior stomach surface consists of several smooth, finger-like folds that at the border of Amb II and lAmb 2. The antero-lateral adhéré to each other. edge of the anterior stomach is smooth. The short eso Clypeasteridae phagus connects the pharynx from the apical surface of The anterior stomach of ail species within the genus Aristotle’s lantern to the anterior stomach in lAmb 2. Clypeaster that hâve been analyzed so far is located in Dilations or pouches are absent from the anterior Amb III and lAmb 3. The short esophagus, originating stomach. from the top of Aristotle’s lantern, is directed towards Rotulidae Amb III where it joins the anterior stomach. Distal to The anterior stomach of Rotula deciesdigitata (Figure this junction, a grape-like cluster of pouches is présent 9Q) is located between Amb II and Amb III. A short both in juvénile specimens of Clypeaster europacificus esophagus spans from the surface of Aristotle’s lantern and adult specimens of Clypeaster annandalei, Clypea towards the anterior stomach located in lAmb 2. The ster destinatus (Figure 6E) (Mortensen 71 regards the antero-lateral edge of the anterior stomach is smooth. former two species as synonymous), Clypeaster humilis, Koehler [53] described the anterior stomach of Rotula Clypeaster rarispinus (Figure 6F), Clypeaster reticulatus deciesdigitata as considerably enlarged in comparison to (Figure 90), and Clypeaster rosaceus. This cluster the rest of the stomach. No dilations or pouches could extends along the anterior stomach towards the anterior be observed in the anterior stomach. Recent analysis of part of the animal in Amb III, and consists of dozens of the subgenus Fibulariella {sensu Mortensen [71]) indi- smooth, grape-like nodules. Koehler [51: 27] described cates that it is most closely related to the rotulids, not this structure as a “glande intestinale”. the fibulariids [72]. Accordingly, we report here that in Arachnoididae Fibulariella acuta (Figure 7D), the configuration of the The anterior stomach in Arachnoïdes placenta (Figure anterior stomach is similar to that in Rotula. 6G, H) is located in Amb III and reaches into Amb 2. A Echinarachniidae short esophagus connects the pharynx with the anterior The anterior stomach in Echinarachnius parma (Figures stomach in Amb III. Between the central oral-aboral 7E, F; 9R) is located between Amb II and III. A short, - Chapitre 5 -

broad esophagus connects the pharynx with the anterior stretched from Amb III towards lAmb 1. This in turn stomach in lAmb 2. The abaxial edge of most parts of créâtes a digestive tract area not présent in non-atelos- the stomach is characterized by the presence of a con- tomate taxa. Histological and ultrastructural data sup spicuously frilled zone (Figure 7F) that can reach from port this view, but such data are patchy and currently lAmb 2 as far as lAmb 4. No particular dilation or available only for a limited number of taxa [4,8,9,12,69]. pouch of the anterior stomach was observed. Corystidae Dendrasteridae The anterior stomach in Corystus relictus (Figure 8A) Data on the internai anatomy of dendrasterid sand dol extends from lAmb 1 until about lAmb 3. A large lars are available for Scaphechinus griseus, Scaphechinus pouch is located on top part of the anterior stomach mirabilis, Scaphechinus tenais (Figure 7G), Dendraster and extends clockwise from lAmb 3 until lAmb 5. Its excentricus (Figure 7H), and Sinaechinocyamus mai (Fig connection with the anterior stomach is located in ure 71). The anterior stomach is located between lAmb lAmb 3. The surface of the pouch is smooth. 2 and Amb III. A short, broad esophagus connects the Urechinidae pharynx with the anterior stomach at the border of The anterior stomach in Antrechinus nordenskjoldi (Fig Amb III and lAmb 2. Dilations or pouches of the ante ure 8B) and Urechinus naresianus (Figure 8C, D) rior stomach could not be found. According to Reisman extends from lAmb 1 until about lAmb 3. A large [55: 8], the stomach of Dendraster excentricus “is differ- pouch is located on top of the first part of the anterior entiated into a narrow, brown, fluted outer région and a stomach, extending from its connection to the former in wide mustard-yellow less fluted inner région.” Amb III clockwise towards lAmb 1. The surface of the Astriclypeidae pouch may be smooth (Figure 8B) or slightly lobate The digestive tract in Astriclypeus manni and Echinodis- (Figure 8C). Mortensen [62: 42] States, that a “well cus auritus (Figure 7J) is characterized by the presence developed diverticulum” is présent in Urechinus of an anterior stomach located in lAmb 2 and Amb III. naresianus. The short esophagus connects the pharynx with the Plexechinidae anterior stomach in Amb III. The abaxial edge of most The anterior stomach of Plexechinus aoteanus is charac parts of the stomach consists of a smooth to frilled area terized by the presence of a large pouch that connects that reaches from Amb III as far as Amb V. No particu to the underlying anterior stomach in Amb III. lar dilation or pouch was observed in members of this Pourtalesiidae taxon. The digestive tract of Pourtalesia jeffreysi (Figure 8E), Mellitidae Pourtalesia hispida (Figure 8F), and Pourtalesia wandeli The anterior stomach in Encope stokesii (Figure 7K), (Figure 9S) is characterized by an anterior stomach that Leodia sexiesperforata, and Mellita quinquiesperforata stretches between LAmb 1 and IAmb3. A large pouch is (Figure 7L) is located in lAmb 2 and Amb III. A short located on top of the first part of the anterior stomach, esophagus connects pharynx with anterior stomach at pointing from its connection to the former in Amb III the border of lAmb 2 and Amb III. The abaxial edge of straight towards lAmb 5. The apical surface of the parts of the stomach is characterized by the presence of pouch is smooth, whereas its sides as well as the adorai a conspicuously frilled zone (Figure 7L) that may reach surface are lobate. According to Mortensen [62: 62], from LAmb 2 as far as Amb IV. The anterior stomach is “the blind diverticulum is well developed, lobate” in the devoid of any dilations or pouches. Pourtalesiidae. Aeropsidae Atelostomata The anterior stomach of Aeropsis fulva (Figure 8G) Members of the following families ail belong to a mono- stretches approximately from lAmb 1 to lAmb 3. The phyletic taxon, the Atelostomata. Ail are characterized esophagus is thin and joins the stomach presumably in by the absence of Aristotle’s lantern during ail ontoge- lAmb 1. No particular dilation or pouch was observed netic stages. Furthermore, the esophagus is directed in the vicinity of the anterior stomach. Although Agassiz towards the posterior part of the animal, i.e. lAmb 5, [36] depicted a latéral view of the internai anatomy of where it curves counter-clockwise until about lAmb 1, Aeropsis rostrata, he unfortunately did not specifically the branching-off point of the large primary siphon. mention the absence or presence of a pouch in the Whether the subséquent part of the digestive tract from respective area of the digestive tract. lAmb 1 to Amb III is derived from the esophagus or Hemiasteridae the stomach is currently a matter of debate. In the pré The anterior stomach in Hemiaster expergitus (Figure sent study, we assume that the point at which the pri 8H) is located between lAmb 1 and lAmb 3. A large mary siphon branches off marks the end of the pouch is located on top of the first part of the anterior esophagus, implying that the anterior stomach has stomach, pointing from its connection to the former in

102 - Chapitre 5 -

Amb III straight towards lAmb 5. The apical surface of sternalis-, “...at the jonction of the esophagus with the the pouch is smooth, whereas its sides as well as the alimentary canal proper is found a cluster of small adorai surface are lobate. Koehler [63] mentions a long diverticula resembling those of Rhynchopygus, and not a and only very slightly lobate pouch to be présent at the single large diverticulum as in Spatangus proper.” same location in Hemiaster hickmanni. (Rhynchopygus = Rhyncholampas in the présent article, Palaeopneustidae see Cassidulidae). In his account on varions spatangoid species, Chesher Brissopsidae [64] described the internai anatomy of Spatangus pur- The anterior stomach in Brissopsis lyrifera (Figure 8L) is pureus (see Spatangidae below), also mentioning the located between lAmb 1 and lAmb 3. A large pouch is presence of a large pouch on top of the anterior sto- located on top of the first part of the anterior stomach, mach. For Paleopneustes cristatus and Paleopneustes pointing from its connection to the former in lAmb 3 tholoformis he noted that their internai anatomy largely towards LAmb 5 in an oblique form. The apical surface resembled that of Spatangus purpureus, implying that of the pouch is smooth, whereas its sides as well as the there is a pouch présent on top of the anterior stomach adorai surface are lobate. According to Chesher [64], in these two palaeopneustid species as well. the following taxa closely resemble Brissopsis lyrifera Prenasteridae with regard to internai anatomy, implying the presence Similar to his observations on palaeoneustid species, of a pouch on top of the anterior stomach: Brissopsis Chesher [64] noted that the internai anatomy of Prena- alta, Brissopsis atlantica, Brissopsis elongata, and Bris ster enodatus largely resembled that of Spatangus pur sopsis mediterranea. pureus, implying that there is a pouch présent on top of Loveniidae the anterior stomach in this species as well. The anterior stomach in Echinocardium cordatum (Fig Schizasteridae ure 8M) is located between lAmb 1 and lAmb 3. A The anterior stomach in Schizaster canaliferus, Abatus large pouch is located on top of the first part of the cavernosus (Figure 9T), Abatus cordatus, Brisaster ant- anterior stomach, pointing from its connection to the arcticus, Brisaster fragilis, and Brisaster latifrons (Figure former in lAmb 3 towards lAmb 5 in an oblique form. 81) is located between lAmb 1 and lAmb 3. A large The apical surface of the pouch is smooth, whereas its pouch is located on top of the first part of the anterior sides as well as the adorai surface are lobate. According stomach, pointing from its connection to the former in to De Ridder & Jangoux [12: 338], the anterior stomach Amb III straight towards lAmb 5. The apical surface of of Echinocardium cordatum is characterized by the pre the pouch is smooth, whereas its sides as well as the sence of “a large, translucent, turgid (fluid-filled), and adorai surface are lobate. However, Koehler [9] non-contractile triangular pouch”. Their analyses reveal described the pouch in Schizaster canaliferus as having that “no muscular sphincter is associated with the caecal simple, flat, and smooth walls. Later [63], he described opening, but a small prominence of dense connective the internai anatomy of other schizasterids and noted tissue occurs at the level of the caecal slit. This promi that the digestive tract in Hypselaster kempi is similar to nence locally brings both faces of the caecal slit doser the digestive tract in Hemiaster hickmanni, including to each other, the opening never being tightly closed”. the presence of a large pouch on top of the anterior sto Koehler [9] briefly described the internai anatomy of mach. On the other hand, Koehler [63] mentioned that Echinocardium cordatum as well as Echinocardium fla- there is no gastric caecum (= pouch in this description) vescens and noted the presence of a large pouch with in Aceste ovata. fiat, simple, and smooth walls. Furthermore, Holland & Brissidae Ghiselin [4] mentioned the presence of a large pouch The anterior stomach in Brissus agassizii, Brissus unico- atop the anterior stomach in Lovenia subcarinata. lor and Meoma ventricosa (Figure 8J, K) is located Spatangidae between lAmb 1 and lAmb 3. A large pouch is located The anterior stomach in Spatangus purpureus (Figures on top of the first part of the anterior stomach, pointing LA, C; 8 N, O) is located between lAmb 1 and lAmb 3. from its connection to the former in lAmb 3 towards A large pouch is located on top of the first part of the lAmb 5 in an oblique manner. The apical surface of the anterior stomach, pointing from its connection to the pouch is smooth, whereas its sides as well as the aboral former in lAmb 3 towards lAmb 5 in an oblique form. surface are lobate. According to Chesher [67,: 99], the The apical surface of the pouch is smooth, whereas its pouch is a “highly vascularized, thin, convoluted sac sides as well as the adorai surface are lobate. Several which occupies a major portion of the coelom between authors described the pouch on top of the anterior sto intestine and the gonads. Sand does not enter the cae mach in Spatangus purpureus [8,9,13,14,17,18]. For cum.” Agassiz [13: 677] gave a differing description of example, Agassiz [13: 677] described the pouch as a "... the anterior stomach in another brissid, Metalia huge diverticulum, trending upwards and towards the

103 - Chapitre 5 -

posterior extremity...”, while Koehler [9] noted that the exact délinéation of digestive tract structures such as connection between the anterior stomach and the pouch the esophagus, stomach, intestine, and rectum is still appeared as a narrow elliptical orifice. He also men- under debate. Holland & Ghiselin [4] homologized sub tioned the presence of numerous transverse folds in the structures based on histological analyses. However, Jen- walls of the pouch. Finally, Henry [17: 1318] stated that sen [6] mentioned - similar to Lewis’ observations on “...l’intestin du Spatangus est absolument bourré de Diadema antillarum [24] - that she had found valves sable et de coquilles fines, le caecum, au contraire, ne within the digestive tract that would permit récognition contient pas un grain de sable...”. Data on the internai of unequivocal homologies of sea urchin digestive tract morphology of spatangids are available for two addi- compartments. Unfortunately, her data hâve never been tional species, Plethotaenia angularis and Plethotaenia published, so we base our désignations primarily on spatangoides: according to Chesher [64], their digestive Holland & Ghiselin’s scheme [4]. tract anatomy closely resembles that of Spatangus purpureus, indicating the presence of a large pouch. MRI Criteria employed to homologize substructures of the sea data reveal the presence of a smaller pouch atop the urchin anterior stomach anterior stomach in Pseudomaretia alta. In this species, In this section, we présent a number of homology the pouch is connected to the exterior part of the ante hypothèses that apply to ail sea urchin taxa analyzed in rior stomach in lAmb 3 and extends in an oblique form this study: (i) presence or absence of festoons and of a towards Amb II. gastric caecum in ambulacrum III; (ii) shape and size of Maretiidae the gastric caecum; (iii) mesenterial suspension of the Holland & Ghiselin [4] described the presence of a large anterior stomach and any substructures; and (iv) inté pouch on top of the anterior stomach in Maretia gration of the anterior stomach and any substructures planulata. into the haemal System of the digestive tract. The fol- Asterostomatidae lowing sections include généralisations that are neces- The anterior stomach in Heterobrissus niasicus (Figure sary in order to reveal the underlying homologies. 8P) is located between lAmb 1 and lAmb 3. A large However, we are aware that a certain degree of intra- pouch is located atop the first part of the anterior sto species variability présent in sea urchins could resuit in mach, pointing from its connection to the former in slightly differing conclusions. A condensed compilation lAmb 3 towards lAmb 5 in an oblique form. The apical of the findings presented in this section is available in surface of the pouch is smooth, whereas its sides as well Table 4. as the adorai surface are lobate. Wagner [69: 35] (i) Absence or presence of festoons and of a gastric caecum described the pouch in Heterobrissus niasicus in detail in the anterior stomach and noted that “...das (erste) Divertikel ist ein breiter The entire stomach is always more or less festooned in Blindsack, der an der Aufienseite der unteren Darmwin- “regular” sea urchins (Figure 9A-K), whereas in irregular dung im Radius III entspringt...” and “...es ist von unten sea urchins these vertical inflections are absent (Figure nach oben abgeplattet, und seine Oberflàche ist von 9L-T). In "regular” and basal irregular sea urchin spe zahlreichen Falten bedeckt...”. Koehler [63] briefly men- cies, the anterior stomach is always located in Amb III tioned the internai organization of Heterobrissus hemingi or in Amb III and its adjoining interambulacra. In con- and stated - based on Wagner’s detailed description - trast, in the Atelostomata (Figure 9S, T), the anterior that it is very similar to that in Heterobrissus niasicus. stomach extends from about Amb I to at least LAmb 3, He furthermore noted the presence of a long, slim although the exact homologies are still a matter of pouch on top of the anterior stomach in Elipneustes debate [4,6,12,15]. The number of festoons in Amb III denudatus, whose general internai anatomy also closely may vary from none in the Irregularia, a single one in resembled that of Heterobrissus niasicus. the Cidaroida (at the border of Amb III and IAmb3), to two in the “regular” Euechinoidea (at the borders of Discussion Amb III and lAmb 2 as well as Amb III and lAmb 3). Our conclusions are possible through comprehensive This finding implies that the Cidaroida generally possess analyses of 168 sea urchin species representing almost nine stomach festoons in total, whereas the “regular” ail extant sea urchin families. This approach entails the Euechinoidea possess ten stomach festoons. Apart from combined use of invasive and non-invasive techniques, the additional festoon in Amb III, the “regular” Euechi which permits to reconsider data provided in publica noidea deviate from the cidaroid scheme by the pre tions dating back almost 200 years. However, in many sence of a more or less developed dilation latéral to the cases our observations had to be based upon single spé additional festoon located at the border of Amb III and cimens due to the scarcity of certain species, especially lAmb 2. It is this dilation that in the Irregularia is pré those from the deep sea. It should be noted that the sent in the form of a pouch, and we therefore

104 - Chapitre 5 -

Table 4 Compilation of the primary morphological findings of this study related to the sea urchin anterior stomach in the form of a character matrix

Taxon/Character 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13

Histoddaridae 0 1 0 - 0 0 - - - -- 0 -

Ctenoddaridae 0 1 0 - 0 0 - - - - - 0 -

Cidaridae 0 1 0 - 0 0 - - - - - 0 -

Psychoddaridae 0 1 0 - 0 0 - - - - - 0 -

Phormosomatidae 0 1 1 0 0 1 0 - 0 - 0 0 0

Echinothuriidae 0 1 1 0 0 1 0 - 0 - 0 0 0

Pedinidae 0 1 1 0/1 0 1 0 - 0 - 0 0 0

Micropygidae 0 1 1 0 0 1 0 - 0 - 0 0 0

Aspidodiadematidae 0 1 1 0 0 1 0 - 0 - 0 0 0

Diadematidae 0 1 1 0 0 1 0 - 0 - 0 1 1

Glyptoddaridae 0 1 1 0 0 1 0 - 0 - 0 0 0

Stomopneustidae 0 1 1 0 0 1 0 - 0 - 0 0 0

Arbaciidae 0 1 1 1 0 1 0 - 0 - 0 0 0

Saleniidae 0 1 1 1 0 1 0 - 0 - 0 0 0

Temnopleuridae 0 1 1 1 0 1 0 - 0 - 0 0 0

Trigonoddaridae 0 1 1 1 0 1 0 - 0 - 0 0 0

Parasaleniidae 0 1 1 0 0 1 0 - 0 - 0 0 0

Parechinidae 0 1 1 1 0 1 0 - 0 - 0 0 0

Echinidae 0 1 1 1 0 1 0 - 0 - 0 0 0

Ediinometridae 0 1 1 0 0 1 0 - 0 - 0 0 0

Strongylocentrotidae 0 1 1 0/1 0 1 0 - 0 - 0 0 0

Toxopneustidae 0 1 1 0/1 0 1 0 - 0 - 0 0 0

Echinoneidae 0 0 -- 0 1 1 - 0 0 1 0 -

Apatopygidae 0 0 -- 0 1 1 - 0 1 1 0 -

Cassidulidae 0 0 - - 0 1 2 0 0 ? 1 0 -

Echinolampadidae 0 0 - - 0 1 2 0 0 1 0 -

Neolampadidae 0 0 - - 0 1 2 0 0 1 0 -

Clypeasteridae 0 0 -- 0 1 2 1 0 7 1 1 -

Arachnoididae 0 0 -- 0 1 2 1 0 7 1 0 -

Laganidae 00- - 00-- - - - 0

Fibulariidae 00- - 00-- - -- 0

Rotulidae 00- - 00 -- - - -0

Echinarachniidae 00- - 10-- - - -0

Dendrasteridae 00- - 10-- - -- 0

Astridypeidae 00- - 10-- - - - 0

Mellitidae 00- - 10-- - -- 0

Corystidae 1 0 - - 0 1 1-1 1 1 0

Urechinidae 10- - 01 1-1 1 1 0

Plexechinidae 10- - 01 1-1 1 1 0

Pourtalesiidae 1 0 - - 0 1 1 - 0/1 1 1 0

Aeropsidae 10- - 00-- - - - 0

Hemiasteridae 10- - 01 1-0 1 1 0

Paleopneustidae 10- - 01 1-? 110

Prenasteridae 10- - 01 1-? 110

Schizasteridae 1 0 - - 0 0/1 -/I - -/O -/I -/I 0

Brissidae 10- - 01 1-1 1 1 0

105 - Chapitre 5 -

Table 4 Compilation of the primary morphological findings of this study related to the sea urchin anterior stomach in the form of a character matrix (Continued)

Brissopsidae 1 0 0 1 1-11 1 0 -

Loveniidae 1 0 0 1 1-11 1 0 -

Spatangidae 1 0 0 1 1-11 1 0 -

Maretiidae 1 0 0 1 1-11 1 0 -

Asterostomatidae 1 0 0 1 1-11 1 0 -

The resuits hâve been condensed in order to provide a general overview of the phylogeneticalfy informative characters (13 in total) that couW be derived from CKJf analysis. See the 'Phylogenetic implications' section of the 'Discussion' for an explanation of the characters used. - = not applicable, ? = data not available. homologize these structures, designating them from derived clypeasteroid taxa must be considered a dériva here on with the term "gastric caecum”. This potential tive of the gastric caecum needs to be assessed using homology was also briefly mentioned by Koehler [9]. comparative histological analyses on freshly fixed spéci Of spécifie interest are those sea urchin taxa that lack mens. Our preliminary analyses using muséum spéci a gastric caecum entirely or in which this structure can mens were not successful due to the State of the be found either in a reduced State or fused with adjoin- material. Histological or even ultrastructural inferences ing structures. The single echinothurioid species so far might also be needed to détermine whether the gastric known to lack the additional festoon as well as the gas caecum could hâve been internalized in taxa that lack tric caecum is Asthenosoma ijimai, as depicted by Agas- both the gastric caecum as well as the sacculated area siz & Clark [32]. Since this description deviates from such as the Laganidae, the Fibulariidae, and the Rotuli- that of other species within the Echinothuriidae, it dae. Two further taxa within the Irregularia in which a might be possible that the conspicuous latéral outerop gastric caecum appears to be absent are the two spatan of the intestine in Amb III (Figure 3G) could actually be goid généra Aeropsis and Aceste. No histological data a part of the anterior stomach. Although the morphol- are currently available for these taxa, and unfortunately ogy of the esophagus in Chaetodiadema pallidum (Fig not much is known regarding the biology of these deep- ure 4D) closely resembles that in other diadematid sea echinoids. So far, these two généra are the only species, the stomach resembles that of cidaroids with known to lack the prominent gastric caecum that seems respect to festoon number (nine) and gastric caecum to be a characteristic feature of ail other members of (absent) in Amb III. Since this observation diverges the Atelostomata. from that in other diadematids, it needs to be verified in (ii) Shape and size of the gastric caecum additional material. The digestive tract in arbacioids and The gastric caecum observed in the “regular” as well as salenioids is unlike those of most other “regular” sea the irregular Euechinoidea varies greatly in shape and urchin species because of its largely un-festooned, fiat size. In “regular” species, this structure is most promi aspect that resembles the situation found in irregular nent in taxa such as the Echinothurioida (e.g. Figure sea urchins. Although it is difficult to differentiate indi- 3D) or the Diadematidae (e.g. Figure 4C). In the latter vidual festoons and the gastric caecum macroscopically taxon, its orientation has additionally shifted from a lat in the Arbacioida and Salenioida, mesenterial strands éral towards an adaxial position. However, a large gas connecting the digestive tract with the test clearly reveal tric caecum can also be found in basal echinacean taxa the presence of these structures. such as Glyptocidaris cremlaris (Figure 4E) and Stomop- The apparent lack of a gastric caecum in the derived neustes variolaris (Figure 4F), its position latéral to the Clypeasteroida (Laganidae onwards, see Figure 2) is additional festoon in Amb III resembling the situation notable. Koehler [63] also mentioned the absence of in the Echinothurioida rather than that in the Diadema such a structure in the derived clypeasteroids that he tidae. A small latéral dilation may be présent in the had termed the “glande intestinale” based on his ana Cidaroida as well, but based on the above mentioned lyses of the Clypeasteridae and Arachnoididae. However, homology hypothesis, we rule out any evolutionary rela- he rejected a potential homology between this structure tionship of this structure with the gastric caecum pré and the gastric caecum which he had previously sent in the Euechinoidea. Whether the cidaroid dilation observed in spatangoid taxa. Based on our data, we do has to be seen as the precursor (or the successor) of the not follow Koehler and instead consider the gastric cae additional festoon in Amb III encountered in “regular” cum to be présent in at least the two basal-most extant euechinoids is impossible to détermine based on the clypeasteroid taxa, the Clypeasteridae and the Arachnoi currently available data alone. didae. Whether the frilled zone (or sacculated area) at Although a gastric caecum is présent in the more the abaxial edge of most parts of the stomach in certain derived taxa of the Echinacea such as the Arbacioida,

106 - Chapitre 5 -

the Salenioida, and the Temnopleuroida, its exact size Analyses of different developmental stages of spéci and shape are difficult to détermine because it is largely mens from five species, Paracentrotus lividus, Psamme- fused with the adjoining additionai festoon in Amb III. chinus miliaris, Echinometra viridis, Echinoneus The distributional patterns of shape and size of the gas- cyclostomus and Arachnoïdes placenta reveal that the tric caecum are more complex within the taxon Echi- additionai festoon as weU as the gastric caecum are pré noida. Here, in the Parasaleniidae, Echinometridae, sent already in juvénile specimens. The observed distinct Strongylocentrotidae, and in part also the Toxopneusti- architecture of the anterior stomach must therefore be dae, the morphology of the anterior stomach closely considered as a development-independent feature. resembles that found in Stomopneustes variolaris (Fig (iii) Mesenterial suspension of the anterior stomach ures 4, 5, and 9). In contrast, the anterior stomach in Of particular interest for the élucidation of gastric cae the Parechinidae, Echinidae, and in part also in the Tox- cum homologies are the various mesenteries that are opneustidae is characterized by a gastric caecum that is involved in the suspension of the anterior stomach. The largely fused with the additionai festoon in Amb III, and abaxial edge of the entire stomach is usually attached to which therefore more closely resembles the situation the test through a more or less continuous mesenterial encountered in the Temnopleuroida. sheet that also follows the vertical inflections of the fes- A rather common feature of the gastric caecum in the toons, in turn permitting to identify individual festoons Irregularia is its position at the outer edge of the ante using primarily MRI. A second mesentery, termed the rior stomach. However, despite this trait, the greatest dorso-ventral mesentery, attaches the esophagus to the variability in size and shape of the gastric caecum can test as well as to the axial complex [31]. The gastric cae be observed in irregular sea urchins. Here, the gastric cum is partly surrounded by and, therefore, included caecum can either be absent (as in the derived Clypeast- within this mesentery. Except for the Cidaroida (which eroida and certain Spatangoida) or présent in the form do not possess the additionai festoon in Amb III as well of multiple small nodules (basal Qypeasteroida), as mul as the gastric caecum) and atelostomates (detailed tiple finger-like pouches (certain Cassiduloida), as well below), the dorso-ventral mesentery extends from the as in the form of a single smooth or lobate pouch that central oral-aboral axis towards the test near the border may extend from about a third (e.g. Echinoneus, Figure of lAmb 2 and Amb III (Figure IIB-J). In the more 9L) to more than half of the specimen’s entire test derived Spatangoida (Brissidae onwards, see Figure 2), length (e.g. Abatus, Figure 9T). In addition, the connec this connection has shifted counter-clockwise at least as tions of the gastric caecum to the anterior stomach may far as lAmb 3, resulting in an oblique form of the entire be either through a broad canal or through a slit-like gastric caecum (Figure 11 K, L) as opposed to a straight opening which may aid in preventing sédiment grains form seen in most other irregular sea urchins (Figure from entering - the gastric caecum of the irregular sea 11 H-J). A similar observation can be made in certain urchins observed in this study always had a liquid con holasteroid species, especially in Corystus (Figure 8A) tent (Figure IIH-L). Furthermore, the macroscopie and Urechinus (Figure 8C). appearance of the gastric caecum in most Irregularia is Further suspension of the anterior stomach can be always that of a thin-walled, semi-transparent pouch observed in the Diadematidae, where the “ends” of the which in most cases easily permits distinction of this lower gut loop (i.e. the stomach) are fused by a strong part of the stomach. mesentery (Figure 4A). A similar - clearly convergent - Interestingly, the description by Agassiz [13] of the gas development can be observed in the Clypeasteridae (Fig tric caecum in Metalia sternalis, a derived spatangoid, ure 6E). closely resembles that of the gastric caecum found in cas- (iv) Intégration of the anterior stomach into the digestive siduloids. Since we hâve never found a similarly shaped tract haemal System gastric caecum in any other spatangoid, we présumé that Sea urchins are characterized by a relatively complex Agassiz must hâve erred when determining the species. haemal System [9,22,33,43]. The stomach is well inte- Although Koehler [9] noted différences in the extent to grated into this System and is supplied by an inner as which the walls of the gastric caecum are covered in well as outer marginal haemal duct. The inner marginal folds within spatangoids, we were not able to identify any haemal duct ascends from the esophageal haemal ring meaningful pattern within this taxon. However, the gas along the esophagus and borders the adaxial edge of the tric caecum in the Cassidulidae, Echinolampadidae, Neo- anterior stomach (Figure 12A). The outer marginal hae lampadidae, basal Clypeasteroida, as well as certain mal duct borders the abaxial edge of the anterior sto Holasteroida is smooth-walled; we consider this condi mach and sends out branches towards the dorso-ventral tion to be a derived feature, based on the presence of a mesentery which is connected to the axial complex and lobate gastric caecum in the more basal irregular taxa its haemal spaces. The outer marginal haemal duct is Echinoneidae (Figure 9L) and Apatopygidae (Figure 6B). présent in this form presumably in ail “regular” sea

107 - Chapitre 5 -

Odaris cidaris Aspidodiadema hawaiiense Stomopneustes variolaris Mespiliaglobulus (NHM 1925.10.30.10.3-113) (USNM 27590) (USNM E45930) (ZMB5620)

Parasaleniagratiosa Psammechinus miliaris StrongylocentroWs purpuratus Echinoneus cyclostomus (NHM 1983.2.15.7) (this study) (CASIZ5724) (NHM 1969.5.1.105)

Cassidulus cariboeawm Abatus camnosus Echinocardium cordatum Spatangus purpureus (CASIZ112632) (ZMB5854) (this study) (this study)

Figure 11 Homology of the sea urchin gastric caecum based on its intégration into the mesenterial System, in particularl the dorso- ventral mesentery, as a primary criterion. Virtual horizontal sections based on MRI scans of Cidaridae (A), Aspidodiadematidae (B), Stomopneustidae (C), Temnopleuridae (D), Parasaleniidae (E), Parechinidae (F), Strongylocentrotidae (G), Echinoneidae (H), Cassidulidae (I), Schizasteridae (J), Loveniidae (K), and Spatangidae (L). The gastric caecum - where présent - is attached to esophagus, axial complex, and the test through the dorso-ventral mesentery (arrows). In the Cidaroida (A), the dorso-ventral mesentery attaches to the single festoon présent in ambulacrum III. In the more derived spatangoid and certain holasteroid taxa, this mesentery is shifted away (rom its original insertion near ambulacrum III towards interambulacrum 3, resulting in an obiique position of the gastric caecum (K, L). Note that the gastric caecum, in contrast to the rest of the digestive tract, is aiways free of sédiment grains in the burrowing irregular taxa (H-L). Not to scale.

urchins (Figure 12B). In the Spatangoida, the outer mar branch in order to supply the adorai side of the gastric ginal haemal duct is located on the aboral side of the caecum. Such a novel side-branch can be found in the gastric caecum (Figure 12C), The inner marginal haemal Qypeasteroida (Figure 6E, F) as well as the Spatangoida duct, however, underwent considérable changes, (Figure 12D). We were not able to identify this structure although the précisé timing of these events is difficult to in the Echinoneoida, the Cassiduloida, or the Holaster- trace based on the présent data alone. These changes oida and are therefore unsure about its origins. As indi- hâve led to the évolution of a side-branch of the inner cated above, a number of authors elaborated on the marginal haemal duct which descends from the main complex anatomy of the sea urchin haemal System and

108 - Chapitre 5 -

Cidariscidahs (from [33]) Echinus esculentus (from [43])

Spatangus purpureus (from [9]) Spatangus purpureus (from [9])

Figure 12 Homology of the sea urchin gastric caecum based on ils Intégration into the haemal System of the digestive tract as a primary criterion, Schematic représentations of the digestive traa haemal System in Cidaridae (A), Echinidae (B), and Spatangidae (C D). The sea urchin stomach is accompanied by an inner (im) as well as an outer (om) marginal haemal duct. The outer marginal haemal duct sends out branches towards the dorso-ventral mesentery (dm) which is connected to the axial complex (ac) (A). The gastric caecum (gc) - If présent (B-D) - is well-integrated into the haemal System. The black arrow in (D) depicts the conspicuous side branch of the inner marginal haemal dua présent in presumably ail spatangoids and potentially further irregular sea urchin taxa. AB = aboral view, LA = latéral view. Not to scale.

so far the Cidaroida [33], the Echinothurioida [34], the gastric caecum, proposing a solution for the question of Arbacioida [22], the Echinoida [22,23,43,48], the Tem- the evolutionary origin of this enigmatic organ. nopleuroida [41], the Clypeasteroida [40,55], and the If we consider the presence of the additional festoon Spatangoida [8,9,12,64,66,69] hâve been covered. Since as well as the gastric caecum in Amb 111 as a synapo- the présent study did not reveal any novel data on this morphy of the Euechinoidea, in turn the question of the subject, we will not consider the haemal System of the origin of these structures arises. Since the extant sister digestive tract any further. group to the Euechinoidea, the Cidaroida, possesses only a single festoon in Amb III, we are not able to Evolutionary origin of the highly specialized gastric déterminé precisely what the condition in the ancestor caecum of both taxa might hâve been. To clarify this aspect, As detaiied in the previous section, we believe the gas analyses of mesenterial strand imprints upon the inter tric caecum found in most irregular sea urchins to be nai part of the test, potentially visible in extant and homologous with the dilation of the anterior stomach well-preserved fossil specimens (sensu Roman [73]), observed in the “regular” Euechinoidea. This dilation might be helpful. It seems obvions to assume that the can therefore be seen as the precursor of the spatangoid ancestor of both Cidaroida and Euechinoidea should

109 - Chapitre 5 -

hâve possessed two festoons in Amb III, given the The drastic changes observed within the Irregularia, otherwise stxong pentameric arrangement of the internai including the Wholesale réduction of the gastric caecum in anatomy of “regular" sea urchins. This notion is sup- some taxa, presumably correlate with feeding habits and ported in part by the comparatively large anterior sto- lifestyle of the varions taxa. Although the précisé function mach in two basal cidaroid taxa, the Histocidaridae and of the gastric caecum remains unknown, it seems obvions the Ctenocidaridae, which could hint at a stepwise that a rôle in the digestive process can be assumed. Irregu réduction of the additional festoon within the Cidaroida. lar sea urchins are primarily infaunal deposit feeders and But then the question arises as to why the Cidaroida are known to inhabit varions types of sédiment [74]. had lost this part of the anterior stomach, since there is Future studies will therefore hâve to address the question no structure occupying the void between the first (in to what extent the shape and size of gastric caeca might Amb III) and the last (in Amb II) festoon of the sto correlate with sédiment type and feeding habits. mach that can be found in ail cidaroids - Stewart’s organs as well as large gonads are présent in the basal Phylogenetic implications Euechinoidea as well. Further studies on the general From our anatomical descriptions it becomes clear that homology of mesenteries in sea urchins might help to the absence or presence as well as shape and relative answer this question. size of the gastric caecum characterizes individual sea A probable explanation for the presence of additional urchin taxa. The compilation of our findings presented digestive tract éléments in the basal Euechinoidea such here suggests a number of phylogenetic conclusions. as the Echinothurioida or Diadematidae might be that This includes support for the monophyly of the Cidar their feeding habits differ ffom those of the Cidaroida. oida, the Euechinoidea, as well as the Irregularia. The Most “regular” sea urchins are considered omnivorous, divergent shapes of the gastric caecum in cassiduloid although cidaroids display a certain degree of carnivory, families suggest a potential non-monophyly of the Cassi whereas most other “regular” echinoids are considered duloida, a conclusion reached by others (e.g. [75,76]). omnivorous with herbivorous habits [5|. In addition, the The loss of a gastric caecum could furthermore support “regular” euechinoids are capable of forming so-called the monophyly of the currently unnamed taxon com- food pellets, primarily using their buccal cavity and prising the Laganina and the Scutellina, with additional pharynx. To what degree the additional festoon as well support for the Scutellina being obtained through the as the gastric caecum might play a rôle in processing presence of a conspicuously frilled zone at the abaxial mucous-enclosed food pellets needs to be addressed in edge of most parts of the stomach. Loss of the gastric future studies. One might hypothesize that water circu caecum in the spatangoid généra Aeropsis and Aceste lation throughout the digestive tract is facilitated when could be indicative of the need to group these taxa the gut content is packed into pellets which in turn more closely together. The presence of a flattened sto could contribute to the feeding process and its mach without festoons is in support of a potentially dynamics. Extended comparative histological analyses close relationship between the Salenioida and the Irre will be necessary to elucidate any potential usefulness of gularia. The morphology of the anterior stomach in sea the gastric caecum in “regular” euechinoids with regard urchins provides a number of characters with phyloge to feeding or nutrient absorption. netic signal (see Table 4 for a character matrix); Once présent, the gastric caecum was modifîed during 1. Anterior stomach extends into ambulacra I and II: évolution, with a number of significant changes in “regu absent (0) (Figure 3A); présent (1) (Figure 8G). lar” and irregular sea urchins becoming apparent: (i) 2. Stomach festoons: absent (0) (Figure 9L); présent réduction of stomach festoons and fusion of the additional (1) (Figure 9C). festoon with the latéral dilation (Arbacioida, Salenioida); 3. Number of festoons in ambulacrum III: one (0) (ii) fusion of the additional festoon with the latéral dilation (Figure 3C); two (1) (Figure 3D). (Temnopleuroida, some Echinoida); (iii) specialization of 4. Festoons in ambulacrum III: separate (0) (Figure the latéral dilation into a thin-walled, fluid-filled, semi- 4F): fused (1) (Figure 4G). transparent pouch always free of sédiment (Irregularia); 5. Stomach sacculated at abaxial edge: absent (0) (Fig (iv) division of the single pouch into numerous finger-like ure 7C); présent (1) (Figure 7L). sacs and further réduction into grape-like nodules (some 6. Gastric caecum: absent (0) (Figure 3B); présent (1) Cassiduloida and Clypeasteroida); (v) enlargement of the (Figure 3E). pouch combined with a shift of the opening towards the 7. Shape of gastric caecum: dilation (0) (Figure 5H); anterior (some Cassiduloida, Atelostomata), and finally (vi) single pouch (1) (Figure 6A); multiple pouches (2) (Fig shifting of the axis of orientation of the pouch from an ure 6C). axis along Amb III-IAmb 5 to lAmb 3-Amb I (some 8. Shape of multiple pouches: finger-like (0) (Figure Holasteroida and Spatangoida). 6C); grape-shaped (1) (Figure 6E).

110 - Chapitre 5 -

9. Mesenterial suspension of gastric caecum: along stereo-microscope equipped with a digital caméra for axis from ambulacrum III to interambulacrum 5 (0) documentation. (Figure 11 J); along axis from interambulacrum 3 to ambulacrum I (1) (Figure UK). Magnetic résonance imaging 10. Position of connection(s) between gastric caecum Magnetic résonance imaging was performed using the and anterior stomach with regard to the gastric caecum: methods described in [25,85,86]. Imaging was carried médian (0) (Figure 6A); anteriorly (1) (Figure 81). out in Berlin and Würzburg, Germany using high-field 11. Macroscopie appearance of gastric caecum: undif- small animal MRI scanners equipped with 7 T, 9.4 T, ferentiated from stomach (0) (Figure 5B); thin-walled, and 17.6 T super-conducting electromagnets, respec- semi-transparent (1) (Figure 8M). tively. The resolution of the datasets acquired varied 12. Stomach ends fused in ambulacrum III: absent (0) between ~(20 pm)^ and (96 pm)^ for 3D protocols and (Figure 4E); présent (1) (Figure 4A). was 50 X 50 X 200 pm^ or 78 x 78 x 300 pm^ for the 13. Position of dilation in ambulacrum III: latéral (0) 2D protocols employed. Tables 2 and 3 list the resolu (Figure 4E); adaxial (1) (Figure 4A) tions achieved for every species analyzed by MRI. Image Processing was carried out using Image) 1.42q (NIH, Conclusions USA) and its Volume Viewer plugin. Unfortunately, we The présent study constitutes a contribution towards are currently unable to provide the raw image data better understanding of digestive tract structures in sea online due to the lack of a centralized repository for urchins from an evolutionary perspective. Our data digital morphological data (see [87] for discussion). permit identification of the relevant transformational stages in the course of the évolution of the highly spe- 3D modelling and visualization cialized gastric caecum présent in the derived Spatan- 3D image reconstruction and modelling were performed goida. According to our findings, the sea urchin gastric using the methods described in [25,85,86]. The interac caecum constitutes a synapomorphy of the Euechinoi- tive 3D models in Figure 10 were embedded using the dea. Its occurrence in “regular” euechinoids is linked Adobe 3D Reviewer software (part of the Adobe Acro to the presence of an additional festoon of the anterior bat 9 Pro Extended suite) according to procedures stomach in Amb III. Both structures, the additional described in [88-90]. Ail figures were arranged and festoon and the gastric caecum, are absent in the assembled using Adobe Photoshop CSS and Adobe Cidaroida. Since the degree of specialization of the gas Illustrator CS3. tric caecum is most pronounced in the predominantly sediment-burrowing irregular taxa, we hypothesize that List of abbreviatjons used its évolution is closely linked to the development of 2D: two-dimensional; 3D: three-dimensional; AAD: Australian Antaraic more elaborate infaunal lifestyles. We provide a com Division, Kingston, Australia; AM; Australian Muséum, Sydney, Australia: préhensive study of the origin and evolutionary plasti- CASIZ: California Academy of Sciences Invertebrate Zoology, San Francisco, USA: MNHN: Muséum Nationale de la Histoire Naturelle, Paris, France: MRI: city of a conspicuous digestive tract structure, the magnetic résonance imaging; NHM: Natural History Muséum, London, gastric caecum, in a major taxon of the extant inverte- United Kingdom; NHMW: Naturhistorisches Muséum, Wien, Austria; NIWA: brate macrozoobenthos. National Institute of Water & Atmospheric Research, Wellington, New Zealand; USNM: National Muséum of Natural History, Washington D.C, USA; ZMB: Systematische Zoologie am Muséum fur Naturkunde, Berlin, Germany; Methods ZMH: Zoologisches Institut und Muséum, Hamburg, Germany; ZSM: Species used in this study Zoologische Staatssammiung, München, Germany.

The specimens referred to in this study are listed in Acknowledgements Tables 2 and 3 together with information on the sys- The authors thank Susanne Mueller {Charité-Universitâtsmedizin, Berlin. tematic classification of each species, the source of the Germany), Cornélius Faber (Universitâtsklinikum Münster, Germany), and Leif Schrôder (Leibniz-Institut fur Molekulare Pharmakologie, Berlin, Germany) for data used in the study, specimen ID where applicable, continued MRI support. We are gratefui to Nadia Améziane (MNHN), Owen and literature references. The freshly fixed specimens Anderson (NIWA), Andrew Cabrinovic (NHM), Danny Eibye-Jacobsen (ZMK), were collected in Elba (Italy), Heligoland (Germany), Ty Hibberd (AAD), Stephen Keable (AM), Carsten Lüter (ZMB), Andréas Kroh (NHMW), Claus Nielsen (ZMiq, David Pawson (USNM), Bemhard Sydney Harbour (Australia), Discovery Bay (Jamaica), Ruthensteiner (ZSM), Andréas Schmidt-Rhaesa (ZMH), and Andrew Smith New Caledonia (France) or were purchased from aqua (NHM) for generous supply of sea urchin muséum specimens, We aiso thank rium supply companies. The systematic classifications Peter Jumars (Darling Marine Center, Walpole, USA) for granting access to unpublished data on Brisaster latifrons gathered by Stephen B. Sampson. We are based upon results obtained by [75-84]. are gratefui to Maria Byrne (University of Sydney, Australia) and Ashiey Miskelly (Blackheath, Australia) for introducing one of us (AZ) to the Dissection and photography Australien echinoid fauna. We would aIso like to thank Saloua M'Zoudi (Université Libre de Bruxelles, Belgium) for technical assistance with Dissection was performed on freshly fixed as well as histological analyses. Commenta from two anonymous reviewers helped to muséum specimens under direct observation through a improve the manuscripL We are gratefui to Andréas Ziegler (Charité-

111 - Chapitre 5 -

Universitâtsmedizin, Berlin, Germany) for critical reading of the manuscript 18. Ludwig H, Hamann Q Die Seeigel. Dr. H G. Bronn's Klassen und Ordnungen Tfiis article is a contribution of the Centre Interuniversitaire de Biologie des Thier-Beichs. Band 2, Abtheilung 3, Buch 4 Leipzig: CF. Winter'sche Marine (CIBIM). Veriagshandlung 1904. 19. Saucée T, Mooi 8 David B: Phylogeny and origin of Jurassic irregular Author details echinoids (Echinodermata: Echinoidea). Geoksgical Magazine 2007, 'Institut fur Immungenetik, Charité-Universitâtsmedizin Berlin, Thielallee 73, 144:338359, 14195 Berlin, Germany. ^California Academy of Sciences, Golden Gâte Park, 20. Tiedemann F: Anatomie der Rôhren-Hohthurie (Hohthuria tubuhsa), des 55 Music Concourse Drive, San Francisco, California, 94118, USA, laboratoire Pomerantz-farbigen Seestems lAstropeüen aurantktcus) und des Stein-Seeigels de Biologie Marine, Université Libre de Bruxelles, 50 avenue F.D. Roosevelt, (Echinus saxatilis) Landshut: Joseph Thomannsche Buchdruckerei, Vedag der 1050 Bruxelles, Belgium. Landshuter Zeitung 1816. 21. Valentin GG: Anatomie du genre Echinus. In Livraison des Monographies rf Authors' contributions Echinodermes vivants et fossiles. Edited by Agassiz L. Neuchâtel: Petitpietre; AZ designed and coordinated the study, carried out dissertons and 1841:1-126. spedmen photography, performed literature search, prepared specimens for 22. Bonnet A: Recherches sur l'appareil digestif et absorbant de quelques MRI scanning, scanned specimens, carried out 3D modelling, and wrote the échinides réguliers. Annales de l'Institut Océanographique 1925,2:209-228. manuscript RM carried out disseaions and spedmen photography. GR 23. McRae A: Evechinus chloroticus (Val.), an endemic New Zealand echinoid. performed dissection as well as literature search. CD carried out dissection, Transactions of the Royal Socieiy of New Zealand 1959,86:205-267. literature search and histological analyses. CD and RM contributed to wrrting 24. Lewis JB: Feeding and digestion in the tropical sea urchin Diadema the manuscript AH authors read and approved of the final version. antillarum Philippi. Canadkm Journal of Zoology 1964,42:548557. 25. Ziegler A, Faber C, Mueller S, Bartolomaeus T: Systematic comparison and Competing Interests reconstruction of sea urchin (Echinoidea) internai anatomy a novel The authors déclaré that they hâve no competing interests. approach using magnetic résonance Imaging. BMC Biology 2008,6:33. 26. Holland ND, Lauritis JA The fine structure of the gastric exocrine cells of Received: 8 July 2010 Accepted: 18 October 2010 the purple sea urchin, Strongylocentrotus purpuratus. Transactions of the Published: 18 October 2010 American Microscopical Society 1968,87:201-209. 27. Powis de Tenbossche T: Comportement alimentaire et structures References digestives de Paracentrotus lividus (Lamarck) (Echinodermata- 1. Schmidt-Rhaesa A; Intestinal Systems. In The evolutbn of organ Systems. Echinoidea). Diploma thesis. Université Libre de Bruxelles 1978. 28. Holland ND, Ghiselin MT: Magnetic résonance imaging (MRI) has failed to Edited by: Schmidt-Rhaesa A. Oxford: Oxford University Press; 2007:218239. distinguish between smaller gut régions and larger haemal sinuses in 2. Moyes CD, Schulte PM: Principles of animal physMogy New York: Benjamin Cummings Publishing Company 2008. sea urchins (Echinodermata: Echinoidea). BMC Biology 2009,739. 29. Lovén S: Echindogica. Bihang till Koniglika Svenska Vetenskaps-Akademiens 3. Fankboner PV: Digestive Systems of invertebrates. Encydopedia of Life Sciences Chichester: John Wiley & Sons Ltd 2002. Handlingar 1892,18:Suppl 4. 4. Holland ND, Ghiselin MT: A comparative study of gut mucous cells in 30. Ziegler A: Non-invasIve imaging and 3D visualization techniques for the thirty-seven species of the class Echinoidea (Echinodemnata). Bblogical study of sea urchin internai anatomy. PhD thesis Freie Universitât Bedin Bulletin 1970,138286-305. 2008. 5. De Ridder C, Jangoux M: Digestive Systems: Echinoidea. In Echinoderm 31. Ziegler A Faber C, Bartolomaeus T: Comparative morphology of the axial nutrition. Edited by Jangoux M, Lawrence JM. Rotterdam: AA Balkema; complex and interdependence of internai organ Systems in sea urchins 1982213-234. (Echinodermata: Echinoidea). Frontiers in Zoology 2009,6:10 6. Jensen M: Digestive System of echinoids. In Echinoderms through time. 32. Agassiz A Qark HL: Hawaiian and other Pacific Echini. The Salenidae, Edited by David B, Guille A, Ferai JP, Roux M. Rotterdam: AA Balkema; Arbaciadae, Aspidodiadematidae, and Diadematidae. Memoirs of the 1994:731. Muséum of Comparative Zoology 1908,34:48132. 7. De Ridder C, Lawrence JM: Food and feeding mechanisms: Echinoidea. In 33. Prouho H: Recherches sur le Dorocidaris papillota et quelques autres Echinoderm nutrition. Edited by Jangoux M, Lawrence JM. Rotterdam: AA. échinides de la Méditerranée. Archives de Zoologie Expérimentale et Balkema; 1982:57-115. Générale 1887, 5213-380. 8. Hoffmann CK: Zur Anatomie der Echinen und Spatangen. Niederlàndisches 34. Schurig W: Anatomie der Echinothuriden. In Wissenschaftiiche Ergebnisse Archiv fur Zoologie 1871,1:11-112. der deutschen Tiefsee-Expeditlon auf dem Dampfer .Valdivia’ 1898-1899. 9. Koehler ft Recherches sur les échinides des côtes de Provence. Annales Fûnfter Band, dritte Lieferung. Edited by Chun C. Jena: Fischer; 1906;. du Musée dHstoire Naturelle Marseille - Zoologie 1883,1 [Suppl 3):1-167. 35. Agassiz A Qark HL: Hawaiian and other Pacific Echini, The 10. Lawrence JM: A functional biology of echinoderms Baltimore: Johns Hopkins Echinothuridae. Memoirs of the Muséum of Comparative Zoology 1909, University Press 1987. 34:138203. 11. De Ridder C La nutrition chez les échinodermes psammivores. Etude 36. Agassiz A Report on the Echinoidea, dredged by HA4i. Challenger particulière du spatangide fouisseur, Echinocardium cordatum (Pennant) during the years 1873-1876. In Report on the scientik results ofthe voyage (Echinodermata, Echinoidea). PhD thesis Université Ubre de Bruxelles 1986. ofH.M.S Challenger during the years 1873-76. Edited by Wyville Thomson C. 12. De Ridder C Jangoux M: The digestive tract of the spatangoid echinoid London: Longman 1881: Echinocardium cordatum (Echinodermata): morphofunctional study. Aaa 37. Clark HL Hawaiian and other Pacific Echini. The Pedinidae, Zoologica (Stockholm) 1993,74:337-351. Phymosomatidae, Stomopneustidae, Echinidae, Temnopleuridae, 13. Agassiz A: Révision of the Echini. Illustrated Catalogue ofthe Muséum of Strongylocentrotidae, and Echinometridae. Memoirs of the Muséum of Comparative Zoology 1872,7. Comparative Zoology 1912,34:208383. 14. Cuénot L: Anatomie, éthologie et systématique des échinodemnes. In 38. Mortensen T: III. 1. Aulodonta. A Monograph of the Echinoidea Traité de Zoologie, Volume 11. Edited by Grassé PP. Paris: Masson; Copenhagen: C A Reitzel 1940. 1948:1-363. 39. Campos LS, Moura RB: Macrostructure and évolution of the digestive 15. Thorsen MS: Microbial activity, oxygen status and fermentation in the System in EchinokJa (Echinodermata). Zoomorphology 2008,127:138141. gut of the irregular sea urchin Echinocardium cordatum (Spatangoida: 40. Coe WR: Echinoderms of Connecticut Connecticut State Geological and Echinodermata). Marine Biology 1998,132:423-433. Natural History Survey Bulletin 1912,19:1 -152. 16. Thorsen MS: Abondance and biomass of the gut-living microorganisms 41. Aiyar RG Salmacis - The Indian sea urchin. In The Indian Zodagical (bacteria, protozoa and fungi) in the irregular sea urchin Echinocardium Memoirs on Indian Animal Types. Edited by Bahl KN. Lucknow: Lucknow cordatum (Spatangoida: Echinodermata). Marine Biology 1999, Publishing House; 1938:7. 42. Ziegler A Angenstein F: Analyse von Seeigein (Echinoidea) mit Hilfe der 133353-360. biidgebenden Magnetresonanztomographie. Miktokosmos 2007,964854. 17. Henry V: Etude des ferments digestifs chez quelques invertébrés. Comptes rendus de la Société de Biologie 1903,55:13181318.

112 - Chapitre 5 -

43. Perrier E: Recherches sur l'appareil circulatoire des oursins. Archives de 69. Wagner J: Anatomie des Palaeopneustes niasicus. in Wissenschaftiiche Zooloogie bpehmeniale et Générale 1875,4:605-643. Ergebnisse der Deutschen Jiefsee-Expedition aufdem Dampfer .Valdivia' 1898- 44. Chadwick HC Echinus. Liverpool Marine Biology Committee Memoir ili 1899. Fünfter Band, erste Ueferung. Edited by: Chun C. Jena: Fischer; 1903: üverpool: University Press 1900. 70. Gladfeiter WB: General ecology of the cassiduloid urchin Cassidulus 45. MacBride EW: Echinodermata. The Cambridge Natural History London: caribbearam. Marine Biology 1978,47:149-160. Macmillan 1906,427-623. 71. Mortensen T; IV, 2. Clypeasteroida. Clypeasteridae, Arachnoidae, 46. Kükenthal WG: Leitladen für das zoologische Praktikum. 6. Auflage Jena: Fibulariidae, Laganidae and Scutellidae. A Monograph of the Echinoidea Gustav Fischer 1912. Copenhagen: C. A Reitzel 1948. 47. Fox R: Strongylocentrotus droebachiensis. Green sea urchin. Invertebrate 72. Mooi R, Pimentel F: From large to small to large: phylogenetic Anatomy Oniine 2001 [httpy/webs.lander.edu/rsfox/invertebrates/ systematics of rotulid 'sand dollars' and their tiny relatives. Intégrative strongylocentrotus.htmO. and Comparative Biology 2005,45:1047.

48. Strenger A: Sphaerechinus granutaris (Violetter Seeigel), Anieitung zur 73. Roman J: Morphologie et évolution des Echinolampas (Echinides makroskopischen und mikroskopischen Untersuchung. In Grolies Cassiduloides). Mémoires du Muséum national cfHistoire Naturelle, Série C Zoologisches Praktikum, Band 18. Edited by. Siewing R. Stuttgart Fischer; 1965,15:1-341. 1973:1-68. 74. Mooi R: Paedomorphosis, Aristotle’s lantern, and the origin of the sand 49. Hyman LH: IV. Echinodermata. The Invenebrates New York: McGraw-Hill dollars (Echinodermata: Clypeasteroida). Paleobiohgy 1990,16:25-48. Book Co 1955,413-588. 75. Buter S: Cladistic analysis of cassiduloid echinoids: trying to see the 50. Westergren AM: Echinoneus and Micropetalon. Echini. Reports on the phylogeny for the trees. Biological Journal of the Linnean Society 1994, scientific results of the expédition ^Ibotross' Memoirs of the Muséum of 53:31-72, Comparative Zoology 1911,39(2). 76. Kroh A, Smith AB: The phylogeny and classification of post-Palaeozoic 51. Koehler R: Échinides du Musée Indien à Calcutta. II. Clypeasteridés et echinoids. Journal of Systematic Palaeontology 2010,8:147-212. Cassidulidés. Echinoderma of the Indion Muséum, Part Vlli Echinoidea (III 77. Jensen M: Morphology and classification of Euechinoidea Bronn, 1860 - Calcutta: Order of the Trustées of the Indian Muséum 1922. a cladistic analysis. Videnskabelige Meddelelser fra Dansk Naturhistorisk 52 Cuénot L: Études morphologiques sur les échinodermes. Archives de Forening i IÇobenhavn 1982,143:7-99. Bbhgie (Paris, Bruxelles) 1891,11303-680. 78. Jensen M: Functional morphology and systematics of spatangoids 53. Koehler R: Echinoderma I: Asteroidea, Ophiuroidea et Echinoidea. In (Euechinoidea). in Echinoderm Biology. Edited by Burke RD, MIadenov PV, Beitràge zur Kenntnis der Meeresfauna Westafrikas. Edited by Michaelsen W. Lambert P, Rotterdam: AA Balkema; 1988:327-335. Hamburg: Friederichsen 1914:127-303. 79. Littlewood DTJ, Smith AB: A combined morphological and molecular 54. Mitchell BP: Rediscovery of Gregory's diverticulum in the scutellid sand phylogeny for sea urchins (Echinoidea: Echinodermata). Philosophical dollars. MSc thesis. Western Washington University 1972. Transactions ofthe Royal Society B Biological Sciences 1995,347:213-234. 55. Reisman AW: The histology and anatomy of the intestinal tract of 80. Ax P: Echinodermata. In Multicellular animais. Edited by Ax P. Heidelberg: Dendraster excentrkus, a clypeasteroid echinoid. PhD thesis University of Springer; 20033. California Los Angeles 1964. 81. Mooi R, Constable H, Lockhart S, Pearse J: Echinothurioid phylogeny and 56. Chia FS: Sand dollar; a weight beh for the juvénile. Science 1973, the phylogenetic significance of Kamptosoma (Echinoidea: 181:73-74. Echinodermata). Deep-Sea Research II 2004,51:1903-1919. 57. Timko PL: Sand dollars as suspension feeders: a new description of 82 Smith AB: The Echinoid Directory.[httpy/www.nhm.ac.uk/palaeontology/ feeding in Dendraster excentrkus. Biological Bulletin 1976,151:247-259. echinoids]. 58. Chia FS: Sélection, storage and élimination of heavy sand particles by 83. Stockley B, Smith AB, Littlewood T, Lessios HA, Mackenzie-Dodds J: the juvénile sand dollar, Dendraster excentrkus (Eschschoitz). In Phylogenetic relationships of spatangoid sea urchins (Echinoidea): taxon Proceedings of the 5th International Echinoderm Conférence; Galwoy. Edited sampling density and congruence between morphological and by Keegan BF, O’Connor BDS. Rotterdam: A.A Balkema; 1984:215-221. molecular estimâtes. Zoologka Scripta 2005, 34:447-468. 59. Mooi R, Chen CP Weight belts, diverticula, and the phylogeny of the 84. Smith AB, Pisani D, Mackenzie-Dodds JA, Stockley B, Webster BL, sand dollars. Bulletin of Marine Sciences 1996,58:185-195. Littlewood DTJ: Testing the molecular dock; molecular and 60. Agassiz L Des Scutelles. In Livraison des Monographies d'Êchinodermes paleontological estimâtes of divergence times in the Echinoidea vivants et fossiles. Edited by Agassiz L. Neuchâtel: Petitpierre; 1841:1-218. (Echinodermata). Molecular Biology and Evolution 2006, 23:1832-1851. 61. Fox P Mellito quinquiesperforata. Sand dollar. Invertebrate Anatomy 2001 85. Ziegler A, Bartolomaeus T, Mueller S: Sea urchin (Echinoidea) anatomy [httpy/webs.larder.edu/rsfox/invertebrates/mellita.html]. revealed by magnetic résonance imaging and 3D visualization. In 62. Mortensen T: Echinoidea, Part 2. The Dan/sh/ngolf-Expedifron 4 1907, Echinoderms: Durham. Edited by Harris LG, Bœttger SA Walker CW, Lesser

1-200. MP. Boca Raton: CRC Press: 2010:305-310. 63. Koehler R: Échinides du Musée Indien à Calcutta. I. Spatangidés. 86. Ziegler A, Mueller S: Analysis of freshiy fixed and muséum invertebrate Echinoderma of the Indian Muséum, Part VIII Echinoidea (I) Calcutta: Order of specimens using high-resolution, high-throughput MRI. In In vivo NMR the Trustées of the Indian Muséum 1914. imaging: methods and protocols. Edited by Faber C, Schrôder L. New York 64. Chesher RH: The systematics of sympatric species in West Indian Humana Press:. spatangoids: a révision of the généra Brissopsis, Plethotaenia, 87. Ziegler A Ogurreck M, Steinke T, Beckmann F, Prohaska S, Ziegler A Paleopneustes, and Saviniaster. Studies in Tropical Oceanography 1968, Opportunities and challenges for digital morphology. Biology Direct 2010, 7:1-168. 5:45. 65. Kaburek M, Hilgers H: The axial-hydrocoel complex of the endemic 38. Ruthensteiner B, Hess M; Embedding 3D models of biological specimens Mediterranean heart urchin Schizaster canaliferus (Echinoida: in PDF publications. Microscopy Research and Technique 2008,71:778-786. Spatangoida). In Echinoderm Research 1998. Edited by. Candia Camevali D, 89. Kumar P, Ziegler A, Ziegler J, Uchanska-Ziegler B, Ziegler A Grasping Bonasoro F. Rotterdam: AW. Balkema; 1999:15-20. molecular structures through publication-integrated 3D models. Trends 66. Hamann O: Beitràge zur Histologie der Echinodermen, Heft 3. Anatomie in BiochemkaI Sciences 2008,33:408-412. und Histologie der Echiniden und Spatangiden. Jenaische Zeitschrift für 90, Kumar P, Ziegler A, Grahn A, Hee CS, Ziegler A Leaving the structural Naturwissenschafren 1887,21:87-266. ivory tower, assisted by 3D PDF. Trends in BiochemkaI Sciences 2010, 67. Chesher RH: Contributions to the biology of Meoma ventricosa 35:419422. (Echinoidea: Spatangoida). Bulletin of Marine Science 1969,19:72-110. 68. De Ridder C Jangoux M, De Vos L: Description and significance of a doi:10.1186/1471-2148-10-313 peculiar intradigestive symbiosis between bacteria and a deposit- Cite this article as: Ziegler et al.: Origin and evolutionary plasticity of feeding echinoid. Journal of Experimental Marine Biology and Ecology 1985, the gastric caecum in sea urchins (Echinodermata: Echinoidea). BMC Evolutionary Biology 2010 10:313. 91:65-76.

113 - Discussion -

DISCUSSION

Le caecum gastrique contient de i’eau de mer

Les observations réalisées au cours de ce travail indiquent que le caecum gastrique d’Echinocardium cordatum contient de l’eau de mer. En effet, l’entrée d’eau de mer dans le caecum a été visualisée en la colorant et des caractéristiques communes au liquide caecal et à l’eau de mer environnante ont été observées: une même osmolarité, les mêmes particules détritiques en suspension et les mêmes communautés bactériennes.

L’oursin génère une circulation de l’eau de mer dans son terrier et son tube digestif

L’eau de mer circule à la surface du corps de l’oursin ; elle provient de la surface des sédiments et, pour partie, atteint la cavité buccale (Buchanan 1966, Forster-Smith 1978, Enderlein 2004); cette circulation est entretenue par la ciliature des clavules (Nichols 1959b, Hanot et al. 1990). Les ondes de contractions péristaltiques de l’œsophage et celles du siphon assurent conjointement l’entrée d’eau de mer dans le tube digestif (Stott 1955, Buchanan 1969, Fechter 1972, Buchanan et al. 1980, Hollertz & Duchêne 2001). Dans l’œsophage et au début de l’estomac, l’eau circule en périphérie du bol alimentaire (sédiments) (Fig. 24). Dans ces régions, les sédiments ingérés forment en effet un cylindre compact (Holland & Ghiselin 1970, De Ridder & Jangoux 1985, De Ridder 1987, De Ridder & Jangoux 1993). Ce sont les sécrétions des mucocytes de l’œsophage et des glandes

Figure 24. Circulation de l’eau de mer dans le tube digestif d’Echinocardium cordatum - Schéma hypothétique prenant également en compte les échanges d’eau avec la cavité coelomique. Les flèches indiquent le sens de la circulation Les sédiments (en gris) sont compactés (mucus) au début du tube digestif, a - anus, as - estomac antérieur, cc - cavité coelomique, e - œsophage, gc - caecum gastrique, i - intestin, ic - caecum intestinal, is - estomac intermédiaire, m - bouche, ps - estomac postérieur, r - rectum, s - siphon.

115 - Discussion -

acineuses du début de l’estomac qui, en enrobant les sédiments, assurent le maintien d’un espace libre entre le bol alimentaire et l’épithélium digestif tout en évitant l’obturation du siphon (Holland & Ghiselin 1970). L’eau de mer qui pénètre dans le siphon est acheminée jusqu’à l’intestin puis éliminée à l’extérieur via le rectum et l’anus (Cuénot 1948, Stott 1955, Fergusson 1969, Fechter 1972). L’eau de mer qui n’est pas entraînée dans le siphon atteint l’ouverture du caecum gastrique où, d’après nos observations, elle serait canalisée par les gouttières de l’épithélium digestif. Ces gouttières sont flagellées à l’entrée du caecum et les flagelles propulseraient l’eau dans la lumière caecale. Le caecum est caractérisé par son aspect en permanence ‘dilaté’, gorgé de liquide. Organe en cul-de-sac, deux voies d’évacuation de l’eau de mer sont possibles ; vers la cavité cœlomique et vers l’estomac (‘reflux’). La première voie serait tributaire de la légère différence de pression osmotique entre le liquide caecal et le liquide cœlomique. Une quantité d’eau similaire devrait alors être éliminée de la cavité cœlomique. Cette élimination depuis la cavité cœlomique vers la lumière digestive pourrait se faire au niveau du caecum intestinal et du rectum (Warnau et al. 1998); l’eau quitterait le tube digestif par l’anus avec le bol alimentaire. Cependant, le transfert d’eau par osmose vers le cœlome doit entraîner une augmentation de la concentration ionique dans le caecum gastrique, ce qui soulève le problème de l’élimination des ions, un processus qui risque d’être coûteux en énergie (transport transmembranaire actif). La deuxième voie d’élimination de l’eau de mer correspond à un reflux vers l’estomac. Cette voie est tout à fait plausible. En effet, bien que ses bords soient étroitement accolés, l’ouverture en fente du caecum n’est pas étanche (absence de sphincter musculaire). Il est dès lors possible que de l’eau de mer s’écoule régulièrement du caecum vers l’estomac (‘reflux’) entraînant avec elle les ions qui se seraient accumulés dans le caecum ainsi qu’une partie de la fraction organique particulaire non digérée (bactéries, particules détritiques). L’asymétrie morphologique de la fente caecale permettrait une circulation à contre-sens, l’eau de mer entrant dans le caecum via les gouttières flagellées de la face aborale et s’écoulant du caecum le long de la face orale plane.

Rôle du caecum gastrique

Le caecum gastrique reçoit régulièrement de l’eau de mer; celle-ci provient quasi directement de la surface des sédiments et entraîne de la matière organique particulaire morte (détritus) et vivante (bactéries) dans le caecum. Il est vraisemblable qu’au moins une partie de cette matière organique soit digérée par l’oursin. Le caecum a été décrit comme un organe sécréteur participant à la digestion extracellulaire du bol alimentaire dans l’estomac (Agassiz 1892, Koehler 1883, De Ridder 1985a, De Ridder & Jangoux 1993). Cependant, les traits cytologiques des entérocytes complexes du caecum indiquent qu’ils sont également

116 - Discussion -

absorbants et qu’ils contiennent des vésicules dont l’aspect rappelle celui des lysosomes secondaires (De Ridder & Jangoux 1993, présent travail: chapitre 4). Le caecum pourrait donc être aussi un site de digestion intracellulaire, une fonction fréquente des caecums gastriques chez d’autres animaux (voir introduction générale). Le caecum est certainement un organe absorbant. Il est vraisemblable qu’il absorbe de la matière organique dissoute véhiculée par l’eau de mer comme le suggère l’absorption de glucose observée dans ce travail. Gorham (1990) indique d’ailleurs que le D-glucose est dissout en grande quantité dans l’eau de mer (ca. 50 mg carbone/l) et qu’il pourrait être utilisé comme ressource trophique par de nombreux animaux marins. D’après nos observations, les bactéries présentes dans le caecum correspondent à celles de l’eau de mer, et ce, quelle que soit la saison. Il ne s’agit donc pas de bactéries symbiotiques mais bien de bactéries entraînées dans le caecum avec l’eau de mer. Ces bactéries pourraient survivre momentanément dans la lumière caecale et leurs activités métaboliques, bénéficier à l’oursin, une hypothèse déjà avancée par Plante et al. (1990). Les bactéries constitueraient alors une microflore transitoire qui à terme serait digérée par l’oursin et/ou évacuée dans l’estomac avec un reflux du contenu caecal. Leur nombre plus élevé dans le caecum comparé à celui de l’eau de mer supporte cette hypothèse. La proposition de Thorsen (1998, 1999), selon laquelle une microflore symbiotique se développerait dans le caecum gastrique en y digérant de la cellulose est, dès lors, peu vraisemblable. Au terme de ce travail, le caecum gastrique nous apparaît comme un organe impliqué dans la digestion de la matière organique particulaire et dissoute véhiculée par l’eau de mer.

Les ressources trophiques des détritivores

Les détritivores correspondent aux animaux qui se nourrissent de la matière détritique, cette matière étant définie comme l’ensemble de la matière organique « morte » (d’origine animale et végétale), et des microorganismes qui la décomposent (bactéries, protozoaires et Fungi) (Plante et a/.1990). La matière organique détritique charriée par l’océan mondial comporte différentes fractions : la matière organique dissoute, la matière organique colloïdale, la matière organique particulaire (Libbes 1992). La matière organique colloïdale et la matière organique dissoutes sont les composantes majeures (Fig.25). La matière organique colloïdale est formée de composés à haut poids moléculaire (les substances humiques) issus de la recombinaison de molécules plus petites provenant des processus de dégradation bactérienne. Cependant, cette matière organique n’est pas utilisable par les détritivores, ni même par les microorganismes et par conséquent constitue une impasse énergétique (Libes 1992, Little 2000).

117 - Discussion -

colloïdale particulaires (3xlO'*gC) (lO'^gC) (3x10'6gC)

Figure 25. Répartition de la matière organique dans l'océan mondial, (d'après Ubbes 1992)

La matière organique dissoute (MOD) se compose essentiellement de petites CLASSICAL F(X)D CHAIN Phytoplankton —Herbivores Carnivores molécules (sucres, acides gras, acides aminés libres) qui sont issues des processus de décomposition des organismes morts ou des exsudats métaboliques des organismes vivants (Fig.26). Cette matière organique dissoute est principalement exploitée et consommée par les communautés bactériennes marines (Libes 1992, Little 2000) ; son utilisation par les animaux détritivores est souvent débattue (Johannes et al. 1969, Péquignat 1972, POM DETRITUS RAIN TO SEA FLOOR Jorgensen 1976, Schmidt-Nielsen 1979, ♦ . I Bamford 1982, Thomas & Kowaiczyk 1997). La matière organique particulaire (MOP) constitue l’essentiel des détritus Figure 26. Réseau trophique marin aboutissant à dans les écosystèmes littoraux (Lenz la formation de la matière organique détritique, 1972). Cette matière en cours de (d’après Little 2000) dégradation forme des agrégats de taille variable (de plusieurs mm à quelques pm), et qui sont issus de la précipitation de la MOD ou de la recombinaison de divers détritus tels que des membranes bactériennes, des parois de cellules végétales, de mucus,... Ces agrégats sédimentent dans la colonne d’eau et s’accumulent à l’interface eau - sédiment. D’après la littérature, seule cette fraction particulaire est exploitée par les animaux détritivores (Nishizawa & Riley 1962, Schmidt-Nielsen 1979, Little 2000, Corbisier et al. 2006).

118 - Discussion -

Différentes catégories trophiques^ ont été proposées par Walker et Bambach (1974) chez les détritivores: les ‘suspensivores hauts’, les ‘suspensivores bas’, les ‘dépositivores de l’interface’ et les ‘dépositivores profonds’ (Fig.27). Les ‘suspensivores hauts’ exploitent essentiellement la matière organique en suspension, moins concentrée que celle de l’interface eau - sédiment mais d’une valeur énergétique plus élevée, complémentée par un apport non détritique constitué de phyto- et zooplancton. Ces ‘suspensivores hauts’ sont par conséquent partiellement détritivores. Les ‘suspensivores bas’ vivent temporairement enfouis dans les sédiments. Ils se nourrissent principalement des particules remises en suspension dans les quelques centimètres d’eau au-dessus du fond (les plus concentrés en matière organique). Leur régime alimentaire est donc ‘plus’ détritivore que celui des précédents. Les ‘dépositivores de l’interface’ vivent soit enfouis, soit à la surface des sédiments. Certains se nourrissent sélectivement des détritus jonchant le fond marin mais la plupart ingèrent les sédiments superficiels riches en matière organique. Les ‘dépositivores profonds’ vivent complètement enfouis et ingèrent des sédiments profonds ; ces derniers constituent un apport nutritionnel de médiocre qualité, la fraction détritique y étant très dispersée. Très souvent ces organismes complètent leur alimentation en ingérant des détritus et des sédiments de surface auxquels ils accèdent par le biais de différentes structures et/ou comportements (cheminée en entonnoir, déplacements sporadiques à la surface,...) (Hammond 1982). C’est traditionnellement dans cette dernière catégorie de détritivores que se classe E. cordatum. Néanmoins, en créant un courant d’eau de mer intradigestif notamment dirigé vers le caecum gastrique qui apparaît comme un piège pour la matière organique en suspension, E. cordatum se rapproche aussi des suspensivores et illustre bien l’absence de limites strictes entre les comportements alimentaires des détritivores. De nombreux autres détritivores adoptent, en effet, plusieurs comportements. Par exemple, les ophiures Ophiothrix se nourrissent de la matière détritique jonchant les fonds et sont donc des dépositivores de surface, mais en redressant leurs bras, elles interceptent aussi les particules en suspension dans l’eau, et sont alors suspensivores. De même, de nombreux dépositivores profonds comme les spatangoïdes ou les arénicoles prélèvent à la fois des sédiments profonds et des sédiments de surface (De Ridder & Jangoux 1985, Hollertz 1999, 2001). Le clypéastéroïde Dendraster excentricus vit légèrement enfoui dans les sédiments dont il se nourrit, mais en fonction des conditions hydrodynamiques, il peut se redresser et intercepter du plancton en devenant alors suspensivore (Timko 1976, O’ Neill 1978).

^ Ces sous-catégories sont relatives : certains organismes présentent des caractéristiques intermédiaires, d’autres modifient leur stratégie alimentaire selon les circonstances.

119 - Discussion -

Suspensivores "hauts"

Suspensivores "bas"

Dépositivores de l'interface

Dépositivores profonds

Concentration en matière organique ------^

Figure 27. Classification des détritivores selon la localisation de la matière détritique exploitée, (d’après Walker & Bambach 1974)

Implications écoiogiques

Les détritivores psammivores ingèrent des sédiments pour en exploiter la matière organique. Ils vivent au dépens de ressources trophiques relativement pauvres car une part importante de cette matière organique est peu digeste (riche en acide humique, notamment) (Lopez et Levinton 1987). Lopez et Levinton (1987) relèvent aussi que paradoxalement, ces animaux grandissent rapidement et souvent dominent le benthos des fonds meubles. Ils attribuent le succès des psammivores à l’acquisition de comportements alimentaires leur permettant de compenser la faible valeur énergétique de leurs ressources trophiques. Ils résument ces comportements, en général non exclusifs, comme suit : (1) se nourrir de la fraction détritique des sédiments et de celle en suspension à l’interface eau - sédiments, (2) ingérer et ‘traiter’ de grandes quantités de sédiments au cours du temps, (3) ‘trier’ les sédiments avant leur ingestion, et ingérer préférentiellement les grains les plus riches et/ou la fraction détritique, et enfin, (4) opérer un ‘tri interne’ des particules ingérées en les dirigeant dans un caecum digestif (Fig.28). Le ‘modèle E. cordatum' illustre particulièrement bien ces comportements puisqu’il semble les avoir adoptés tous. Il se nourrit de la fraction détritique des sédiments (De Ridder & Jangoux 1985) et sans doute aussi de celle de l’eau de mer (présent travail). Il ingère de grandes quantités de sédiments au cours du temps (De Ridder et al. 1985a, Lohrer et al. 2005). Une sélection des particules alimentaire est opérée activement (Péquignat 1970) ou passivement avant leur ingestion (De Ridder & Jangoux 1985, De Ridder et al.

120 - Discussion -

1985a, De Ridder et al. 1987). Enfin, le caecum gastrique pourrait en quelque sorte piéger les particules véhiculées par l’eau de mer réalisant ainsi une ‘sélection’ interne des particules ingérées. L’aspect sélectif de l’alimentation d’E. cordatum est d’ailleurs souligné mais non expliqué par les travaux récents de Boon & Duineveld (2012) qui indiquent que l’oursin concentre dans son tube digestif des phytopigments et des acides gras provenant de la matière en suspension à proximité de l’interface eau - sédiments.

Figure 28. Sélection des particules alimentaires avant l’ingestion (par un appareil collecteur ou la région buccale) ou après l’ingestion (dans un caecum), (d'après Lopez & Levinton 1987)

Implications évolutives

Si le caecum gastrique s’avère être le site d’une digestion et d’une absorption de la matière organique détritique de l’eau de mer, E. cordatum serait alors un détritivore particulièrement ‘complet’, digérant non seulement la fraction détritique des sédiments mais aussi celle en suspension dans l’eau de mer. Ce modèle pourrait correspondre à tous les échinides atélostomes (spatangoïdes, holastéroïdes) qui, outre la présence d’un caecum gastrique ‘hypertrophié’, ont en commun d’être fouisseurs, et d’entretenir une circulation d’eau dans leur terrier grâce à des clavules groupés en fascioles. Si l’on se base sur les données de la littérature et notamment sur celles de Stott (1955) et de Buchanan (1966, 1969), tous les échinides ‘boivent activement’ de l’eau de mer par le biais du péristaltisme du siphon ou de courants ciliaires (gouttière ciliée longeant l’estomac chez les cidaroïdes). Cette circulation interne permettrait d’oxygéner le milieu intradigestif et aurait également un rôle mécanique. Dans ce contexte, les atélostomes apparaissent comme des oursins ayant perfectionné cette circulation et l’ayant ‘détourné’ à des fins alimentaires. Dans l’histoire évolutive du groupe des échinides (nous l’avons vu au chapitre 5), le caecum gastrique hypertrophié des atélostomes correspond à une poche stomacale chez les oursins réguliers, poche qui est plus ou moins développée et située à hauteur de l’ambulacre III (Fig.29). Le rôle de cette poche n’est pas particulièrement décrypté; elle aurait un rôle

121 - Discussion -

i ...... 1 seul feston [ Cidaridcn

Caecum en forme de poche

Figure 29. Développement du caecum gastrique dans les différentes lignées d’échinides. Le cadre bleu met en évidence la lignée des Irreguiaria. (d’après Kroh & Smith 2010 et Ziegler et al. 2010)

I « REGULARIA » IRREGULARIA Atelostomata Neognathostomata

Caecunn gastrique développé Caecum gastrique Caecum gastrique absent à peu réduit ou absent développé

Figure 30. Le caecum gastrique, une caractéristique des échinides fouisseurs. (d’après David et al. 2009)

122 - Discussion -

digestif et absorbant, identique à celui du reste de l’estomac. Le développement du caecum des atélostomes serait lié à l’acquisition du mode de vie fouisseur (Fig.30). En s’enfouissant, ces oursins ont entretenu un courant d’eau à la surface de leur corps et plus particuliérement de leur podions respiratoires pour assurer leur oxygénation. L’acquisition de piquants ciliés spécialisés (les clavules) par les atélostomes supporte bien cette fonction (Whyatt Durham et al. 1966). À cette fonction respiratoire s’est ajoutée une fonction alimentaire: les courants externes ont été pris en relais par une circulation interne dans le tube digestif, offrant la possibilité d’utiliser la matière organique véhiculée par l’eau de mer et élargissant, de cette manière, la gamme des ressources trophiques utilisées par ces ‘dépositivores profonds’.

Interrogations et perspectives...

Au terme de ce travail, le rôle du caecum dans la digestion extra- et intracellulaire de la matière organique particulaire de l’eau de mer et dans l’absorption de matière organique dissoute reste hypothétique. L’hypothèse d’une digestion intracellulaire est particulièrement séduisante dans la mesure où les caecums gastriques remplissent fréquemment cette fonction chez les autres animaux. La vérifier demanderait notamment de visualiser l’endocytose de particules de différentes tailles, par exemple en utilisant des billes de latex ou d’autres ‘éléments repérables’ (bactéries, protéines,...) comme cela a été fait dans le cas des choanocytes chez les spongiaires (Schmidt 1970, Willenz & Van de Vyver 1982, 1984, 1986) et par le biais d’approches cytochimiques (présence de phosphatases acides) des lysosomes secondaires (Martoja & Martoja 1967, Tiffon 1971). Par ailleurs, l’utilisation de la matière organique véhiculée par l’eau de mer est tributaire d’une circulation interne entretenue par le péristaltisme de l’oesophage et par celui du siphon, l’eau pénétrant dans le caecum vraisemblablement via les gouttières flagellées présentes à l’entrée de celui-ci. Si la différence de pression osmotique entre le liquide caecal (eau de mer) et le liquide cœlomique entraîne des molécules d’eau du caecum vers le cœlome, que deviennent alors les sels de l’eau de mer? Ils ne s’accumulent pas dans la lumière caecale (l’osmolarité du liquide caecal le suggère) et il est vraisemblable qu’ils soient pris en charge par des transporteurs membranaires, et éliminés du caecum vers le cœlome (puis du coelome vers l’extérieur). De même, des aquaporines devraient être présentes là où se réalisent les transferts d’eau de la lumière digestive vers le cœlome et inversément (Gomes et al. 2009). Localiser et caractériser ces deux composantes (transporteurs membranaires et aquaporines) permettraient de tester notre schéma hypothétique de la circulation interne de l’eau de mer et de l’eau (Fig.24).

123 - Discussion -

Les communautés bactériennes observées dans le caecum méritent de plus amples investigations. On peut s’interroger sur le ‘rôle’ de ces bactéries : sont-elles digérées par l’oursin, sont-elles capables de survivre momentanément (bactéries transitoires) comme nos résultats semblent l’indiquer, et dans ce cas, en quoi contribuent-elles à la nutrition de leur hôte ? Enfin, comme nous l’avons suggéré, E. cordatum pourrait absorber la matière organique dissoute charriée par l’eau de mer dans le caecum gastrique et exploiter alors ‘plus complètement’ l’eau de mer circulante. Seule l’absorption de glucose a cependant été mise en évidence ici et les mécanismes réalisant cette absorption n’ont pas été abordés. Tester l’absorption d’autres nutriments (autres glucides, acides aminés, acides gras) s’impose pour cerner le rôle absorbant du caecum et plus particulièrement l’absorption de la matière organique dissoute.

124 - Postface -

POSTFACE

Pour clôturer ce travail, je voudrais m’écarter des sentiers battus de la Science et m’aventurer dans quelques considérations philosophiques... Nous avons vu que ces oursins exploitent, d’une part, la matière organique associée aux sédiments et, d’autre part, complémenteraient leur régime alimentaire avec la matière contenue dans l’eau de mer. À ce titre, ces détritivores pourraient être classés à la fois parmi les dépositivores et les suspensivores. Je souhaite ici attirer l’attention sur ces catégories trophiques et, de manière plus générale, sur ce réflexe que nos cerveaux d’Homo sapiens ont de recourir à la catégorisation pour expliquer le monde qui nous entoure. Toujours classer, nommer, trier, ordonner, ranger, définir... afin de comprendre (une manie particulièrement développée chez les scientifiques de mon espèce) ! Catégoriser, c’est créer des « petites boîtes » mentales, en nous donnant l’illusion que leurs limites sont bien étanches. Ce processus, bien que simple en apparence, présente le fâcheux défaut de biaiser notre perception de la réalité. Tout, dans ce monde, est intriqué d’une façon si complexe que nos sommaires « petites boîtes » sont de faibles « lunettes » pour voir le monde tel qu’il est. Il se présente tout en variation et en continuité, allant du microscopique au macroscopique, s’élevant du terrestre au céleste. De plus, ce monde est dynamique et non statique, comme ces « petites boîtes » voudraient le laisser sous-entendre. Ce réflexe de catégorisation a de multiples et fâcheuses conséquences dans des domaines aussi variés que les sciences environnementales, philosophiques, économiques, sociales, politiques, médicales, légales.... Je me bornerai à citer un seul exemple qui me tient à coeur, sachant qu’il y en a de nombreux autres. Dans l’enseignement, le cloisonnement des connaissances en domaines scientifiques donne l’impression aux étudiants que ces domaines sont hermétiques alors qu’ils interagissent en permanence et simultanément (nous sommes des êtres biologiques soumis aux lois de la sélection naturelle mais composés de molécules régies par les lois de la chimie, elles-mêmes formées d’atomes qui répondent aux normes de la physique, et le temps de lire ces deux lignes, le sol sur lequel nous avons les pieds a bougé au rythme des mouvements géologiques tectoniques et nous avons parcouru des milliers de kilomètres sur l’orbite terrestre perdue dans une constellation astronomique !). Le résultat de cette catégorisation est que les ‘apprentis’ de la Science éprouvent souvent des difficultés à développer une vision intégrée de leur cursus, faute de pouvoir établir les nombreux liens entre les différents domaines. Soyons dès lors vigilants lorsque nous catégorisons, prenons conscience des limites de ce processus cognitif et gardons surtout â l’esprit que la réalité est bien plus complexe. - Bibliographie -

BIBLIOGRAPHIE

Agassiz A. 1872. Révision of the Echini. Illustrated catalogue of the Muséum of Comparative Zoology, 7.

Ahearn G.A. 1988. Nutrient transport by the invertebrate gut. Advances in Comparative and Environmental Physiology, 2: 91-129.

Ahearn G.A., Gerencser G.A., Thamotharan M., Behnke R.D. & Lemme T.H. 1992. Invertebrate gut diverticula are nutrient absorptive organs. American Journal of Physiology, 263:472-481.

Allen W.V. & Giese A.C. 1968. An in vitro study of lipogenesis in the sea star, Pisaster ochraceus. Comparative Biochemistry and Physiology, 17: 23-38.

Bamford D. 1982. Epithelial absorption. Dans: Jangoux M. & Lawrence J.M.(eds), Echinoderm Nutrition, Balkema Publ., Rotterdam, pp. 317-330.

Bamford D.R. & James D. 1972. An in vitro study of amino acid and sugar absorption in the gut of Echinus esculentus. Comparative Biochemistry and Physiology, 42A: 579-590.

Bamford D.R., West B. & Jeal F. 1972. An in vitro study of monosaccharide absorption in echinoid gut. Comparative Biochemistry and Physiology, 42A: 591-600.

Beaumont A. & Cassier P. 2005. Biologie animale : les Cordés. Anatomie comparée des vertébrés. Dunod Editions, 638p.

Berlin L. 1958. Poissons - Appareil digestif. Dans: Grassé P.P. (ed). Traité de Zoologie. Vol.13, Pt.2, Masson, Paris, pp.1248-1302.

Bjorndal K.A. 1979. Cellulose digestion and volatile fatty acids production in the green turtie Chelonia mydas. Comparative Biochemistry and Physiology, 63A: 127-133.

Boon A.R. & Duineveld G.C.A. 2012. Phytopigments and fatty acids in the gut of the deposit-feeding heart urchin Echinocardium cordatum in the Southern North Sea: sélective feeding and its contribution to the benthic carbon budget. Journal of Sea Research, 67: 77- 84.

Bouillon J. & Jangoux M. 1970. Anatomie, histologie et histochimie des caecums rectaux d’Asterias rubens L. Cahier de Biologie Marine, 11: 259-277.

Bourdelle E. & Grassé P.P. 1955. Ordre des Cétacés. Dans: Grassé P.P. (ed). Traité de Zoologie, Vol.17, Pt.1, Masson, Paris, pp.341-450.

127 - Bibliographie -

Brien P. 1960. Classe des Bryozoaires. Dans: Grassé P.P. (ed), Traité de Zoologie, Vol.5, Pt.1, Masson, Paris, pp.1054-1379.

Bromley R.G. & Asgaard U. 1975. Sédiment structures produced by a spatangoid echinoid: a problem of préservation. Bulletin ofthe Geological Society ofDenmark, 24: 261-281.

Brusca R.C. & Brusca G.J. 1990. Invertebrates. Sinauer Associates, Inc. Publishers, 922p.

Buchanan J.B. 1966. The biology of Echinocardium cordatum (Echinodermata: Spatangoidea) from different habitats. Journal of the Marine Biological Association of the United Kingdom, 46: 97-114.

Buchanan J.B. 1969. Feeding and the control of volume within the test of regular sea- urchins. Journal of Zoology (London), 159: 51-64.

Buchanan J.B., Brown B.E., Coombs T.L., Pirie B.J.S. & Allen J.A. 1980. The accumulation of ferrie iron in the guts of some spatangoid echinoderms. Journal of the Marine Biological Association ofthe United Kingdom, 60: 631-640.

Burger J.W. & Hess W.N. 1960. Fonction of the rectal gland in the spiny dogfish. Science, 131:670-252.

Campbell N.A. & Reece J.B. 2004. Biologie. deBoeck Editions, 1365p.

Ceccaldi H.J. 1994. Crustacés - Appareil digestif: anatomie et physiologie. Dans: Grassé P.P. (ed), Traité de Zoologie, Vol.7, Pt.1, Masson, Paris, pp.487-527.

Chesher R.H. 1963. The morphology and fonction of the frontal ambulacrum of Moira atropos (Echinoidea: Spatangoida). Bulletin of Marine Science ofthe Gulfand Caribbean, 13: 549-573.

Chia F.S. 1969. Some observations on the locomotion and feeding of the sand dollar Dendraster excentricus (Eschscholtz). Journal of Experimental Marine Biology and Ecology, 3:162-170.

Chia F.S. 1973. Sand dollar: a weight belt for the juvénile. Science, 181: 73-74.

Chia F.S. & Koss R. 1994. Asteroidea. Dans: Harrison F.W. & Chia F.S. (eds). Microscopie Anatomy of Invertebrates, Vol.14, Wiley-Liss Inc., New York, pp.169-245.

Coe W.R. 1912. Echinoderms of Connecticut. Connecticut State Geological and Natural History Survey Bulletin, 19: 1-152.

128 - Bibliographie -

Corbisler T.N., Soares L.S.H., Petti M.A.V., Muto E.Y., Silva McClelland J. & Valiela I. 2006. Use of isotopic signatures to assess the food web in a tropical shallow marine ecosystem of Southeastern Brazil. Aquatic Ecology, 40; 381-390.

Coulon P. 1994. Rôle du macrobenthos détritivore dans les écosystèmes littoraux: étude de l’holothurie Holothuria tubulosa, espèce commune des herbiers de posidonie en Méditerranée. PhD Thesis, Université Libre de Bruxelies, 84p.

Cramer A. 1991. Observations on spatial distribution, metabolism and feeding strategy of Echinocardium cordatum (Pennant) (Echinodermata) and the implications for its energy budget. Dans: Metabolic activity at frontal Systems in the North Sea. PhD thesis, Universiteit Amsterdam, Netherlands, 93p.

Cuénot L. 1948. Anatomie, éthologie et systématique des Echinodermes. Dans: Grassé P.P. (ed). Traité de Zoologie, Vol.11, Masson, Paris, pp.1-363.

Dawidoff C. 1959. Classe des Echiuriens. Dans: Grassé P.P. (ed). Traité de Zoologie, Vol.5, Pt.1, Masson, Paris, pp.855-926.

David B., Mooi R., Néraudeau D., Saucede T. & Villier L. 2009. Evolution et radiations adaptatives chez les échinides. Comptes Rendus Palevol, 8:189-207.

de Beauchamp P. 1960. Classe des Brachiopodes. Dans: Grassé P.P. (ed). Traité de Zoologie, Vol.5, Pt.2, Masson, Paris, pp.1380-1430.

de Beauchamp P. 1965. Classe des Rotifères. Dans: Grassé P.P. (ed). Traité de Zoologie, Vol.4, Pt.3, Masson, Paris, pp.1225-1380.

De Coninck L. 1965. Classe des Nématodes. Dans: Grassé P.P. (ed). Traité de Zoologie, Vol.5, Pt.1, Masson, Paris, pp.1-731.

De Ridder C. 1986. La nutrition chez les échinodermes psammivores. Etude particulière du spatangide fouisseur Echinocardium cordatum (Echinodermata, Echinoidea). PhD Thesis, Université Libre de Bruxelies, 275p.

De Ridder C. 1987. Mécanique digestive chez l’échinide fouisseur Echinocardium cordatum (Echinodermata). Bulletin de la Société des Sciences Naturelles de TOuest de la France, Supplément HS: 65-71.

De Ridder C. 1994. Symbioses between spatangoids (Echinoidea) and Thiothrix-Wke bacteria (Beggiatoales). Dans: Echinoderms through time, Proceedings of the 8th

129 - Bibliographie -

International Echinoderm Conférence, Dijon, 1993, David B., Guille A., Ferai J.-P. & M. Roux(eds), Balkema Pubi, Rotterdam: pp. 619-625..

De Ridder C. & Brigmon R. L. 2003. Farming of microbial mats in the hindgut of Echinoids. Dans: Krumbein W.E., Paterson D.M. & Zavarzin G.A. (eds.), Fossil and Recent Biofilms: a natural history of live on earth, Kluwer Academie Publishers, pp. 217-225

De Ridder C. & Forest T. 2001. Non-parasitic symbioses between echinoderms and bacteria. Dans: Jangoux M. & Lawrence J.M.(eds), Echinoderm Studies, Balkema Pubi, Rotterdam, pp. 111-169.

De Ridder C. & Jangoux M. 1982. Digestive Systems: Echinoidea. Dans: Jangoux M. & Lawrence J.M.(eds), Echinoderm nutrition, Balkema Pubi, Rotterdam, pp. 213-234.

De Ridder C. & Jangoux M. 1985. Origine des sédiments ingérés et durée du transit digestif chez l’oursin spatangide Echinocardium cordatum (Pennant) (Echinodermata). Annales de l’Institut Océanographique, Paris, 61(1): 51-58.

De Ridder C. & Jangoux M. 1993. The digestive tract of the spatangoid echinoid Echinocardium cordatum (Echinodermata): morphofunctionnal study. Acta Zoologica (Stockholm), 74(4): 337-351.

De Ridder C., Jangoux M. & Van Impe E. 1985a. Food sélection and absorption efficiency in the spatangoid echinoid, Echinocardium cordatum (Echinodermata). Dans: Keegan B. & O'Connor B.(eds.), Proceedings of the 5th International Echinoderm Conférence, Gaiway 1984, Balkema Press, Rotterdam, pp. 245-251.

De Ridder C., Jangoux M. & De Vos L. 1985b. Description and significance of a peculiar intradigestive symbiosis between bacteria and a deposit-feeding echinoid. Journal of Experimental Marine Biology and Ecology, 91: 65-76.

De Ridder C., Jangoux M. & De Vos L. 1987. Frontal ambulacral and peribuccal areas of the spatangoid echinoid Echinocardium cordatum (Echinodermata): a functional entity in feeding mechanism. Marine Biology, 94: 613-624.

De Ridder C. & Lawrence J.M. 1982. Food and feeding mechanisms: Echinoidea. Dans: Jangoux M. & Lawrence J.M.(eds), Echinoderm nutrition, Balkema Pubi, Rotterdam, pp. 97- 115.

Douglas A.E. 1994. Symbiotic interactions. Oxford University Press, 148p.

130 - Bibliographie -

Egglishaw H.J. 1972. An experimental study of the breakdown of cellulose in fast-flowing streams. Dans: Melchiorri-Santolini U. and Hopton J.W.(eds.), Détritus and its rôle in aquatic ecosystems. Proceedings of an IBP-UNESCO symposium, Memorie dell’lstituto Italiano di Idrobiologia, 29, pp. 406-428.

Enderlein P. 2004. Effect of substrate composition on burrowing depth and respiratory currents in two spatangoids (Echinoidea). Sarsia, 89 (3): 190-195.

Page L. 1949a- Classe des Mérostomacés. Dans: Grassé P.P. (ed). Traité de Zoologie, Vol.6, Masson, Paris, pp.219-262.

Page L. 1949b- Classe des Pycnogonides. Dans: Grassé P.P. (ed). Traité de Zoologie, Vol.6, Masson, Paris, pp.906-941.

Parmanfarmaian A. 1969- Intestinal absorption and transport in Thyone. II. Observations on sugar transport. The Biological Bulletin, 137:132-145.

Parmanfarmaian A- & Philips J-H- 1962- Digestion, storage, and translocation of nutrients in the purple sea urchin (Strongylocentrotus purpuratus). The Biological Bulletin, 123; 105- 120.

Pauvel P- 1959- Classe des Annélides Polychètes. Dans: Grassé P.P.(ed), Traité de Zoologie, Vol.5, Pt.1, Masson, Paris, pp.13-196.

Pechter H- 1972. Untersuchung überden Wasserwechsel der Seeigel und seine Bedeutung für Atmung und Exkretion. Helgolànder wissenschaftiiche Meeresuntersuchungen, 23: 80-99.

Pergusson J.C. 1964. Nutrient transport in starfish. I. Properties of the coelomic fluid. The Biological Builetin, 126: 33-53.

Perguson J.C. 1969. Feeding, digestion and nutrition in Echinodermata. Dans: Florkin M. and Scheer B.T. (eds.), Chemical Zoology, 3: 71-100.

Fisher-Piette E. & Franc A. 1960a- Classe des Aplacophores. Dans: Grassé P.P.(ed), Traité de Zoologie, Vol.5, Pt.2, Masson, Paris, pp.1655-1700.

Fisher-Piette E- & Franc A- 1960b- Classe des Polyplacophores. Dans: Grassé P.P.(ed), Traité de Zoologie, Vol.5, Pt.2, Masson, Paris, pp.1701-1786.

Fisher-Piette E. & Franc A. 1968. Classe des Scaphopodes. Dans: Grassé P.P.(ed), Traité de Zoologie, Vol.5, Pt.3, Masson, Paris, pp.987-1017.

131 - Bibliographie -

Forster-Smith R.L. 1978. An analysis of water flow in tube-living animais. Journal of Experimental Marine Biology and Ecology, 34: 73-95.

Franc A. 1960. Classe des Bivalves. Dans: Grassé P.P.(ed), Traité de Zoologie, Vol.5, Pt.2, Masson, Paris, pp.1845-527.

Franc A. 1968. Classe des Gastéropodes. Dans: Grassé P.P.(ed), Traité de Zoologie, Vol.5, Pt.3, Masson, Paris, pp.1-894.

Ganter P. & Jollès G. 1969-70. Histochimie normale et pathologique. Gauthier-Villars, 1902p.

Ghyoot M. & Jangoux M. 1988. The fine structure of the globiferous pedicellariae of Sphaerechinus granularis (Echinoidea): innervation of the stalk. Dans: Burke R.D., MIadenov P.V., Lambert P., Parsiey R.L.(eds), Echinoderms biology, Proceedings of the e*” International Echinoderm Conférence, Victoria 1987, Balkema PubI, Rotterdam, pp. 713-717.

Gilbert S.F. 2004. Biologie du développement. De Boeck & Larder Eds, 836 p.

Gillan D.C., Speksnijder A.G.C.L., Zwart G. & De Ridder C. 1998. Genetic diversity of the biofilm covering Montacuta ferruginosa (Mollusca, Bivalvia) as evaluated by denaturing gradient gel electrophoresis analysis and cloning of the PCR-amplifier gene fragments coding for 16S rRNA. Applied and Environmental Microbiology, 64(9): 3464-3472.

Gillott C. 2005. Entomology. Plénum Publishing, New York, 834p.

Gladfelter W.B. 1978. General ecology of the cassiduloid urchin cassidulus cariboearum. Marine Biology, 47 : 149-160.

Gomes D., Agasse A., Thiébaud P., Deirot S., Gerôs H. and Chaumont F. 2009. Aquaporins are multifunctional water and soluté transporters highiy divergent in living organisme. Biochimica et Biophysica Acta, 1788 :1213-1228.

Gomes da Silva S., Gillan D.C., Dubilier N. & De Ridder C. 2006. Characterization by 16S rRNA gene analysis and in situ hybridization of bacteria living in the hindgut of a deposit- feeding echinoid (Echinodermata). Journal ofthe Marine Biological Association ofthe United Kingdom, 86: 1209-1213.

Gontcharoff M. 1961. Classe des Némertiens. Dans: Grassé P.P.(ed), Traité de Zoologie, Vol.4, Pt.1, Masson, Paris, pp.781-886.

132 - Bibliographie -

Gorham W.T. 1990. Uptakes of dilute nutrients by marine invertebrates. Dans: Mellinger J. (ed.), Animal nutrition and transport processes. 1. Nutrition in wild and Domestic Animais. Comparative Physiology Base!, Karger, 5: 84-95.

Gregory R. 1905. An unnoticed organ of the sanâ-doWar Echinarachnius parma. Science, 21: 270.

Guibé J. 1970. Reptiles : Appareil digestif. Dans: Grassé P.P.(ed), Traité de Zoologie, Vol.14, Pt.2, Masson, Paris, pp.521-548.

Hammond L.S. 1982. Patterns of feeding and activity in deposit-feeding holothurians and echinoids (Echinodermata) from a shallow back-reef lagoon, Discovery Bay, Jamaïca. Bulletin of Marine Science, 32(2): 549-571.

Hanot P., De Ridder C. & M. Jangoux, 1990. Morphologie fonctionnelle des clavules chez le spatangide Echinocardium cordatum (Echinoidea, Echinodermata). Dans: De Ridder C., P. Dubois, M.-C. Lahaye & M. Jangoux (eds), Proceedings of the second European Echinoderm Conférence of Brusseis (1989), Balkema Press, Rotterdam, pp. 247-254.

Harant H. & Grassé P.P. 1959. Classe des Annélides Achètes ou Hirudinées ou Sangsues. Dans: Grassé P.P.(ed), Traité de Zoologie. Vol.5, Pt.1, Masson, Paris, pp.471-593.

Harris J.M. 1993. The presence, nature and rôle of gut microflora in aquatic invertebrates: a synthesis. Microbial Ecology, 25:195-231.

Hendey N.l. 1974. A revised check-list of British marine diatoms. Journal of the Marine Biological Association ofthe United Kingdom, 54: 277-300.

Higgins R.C. 1974. Spécifie status of Echinocardium cordatum, E. australe and E. zealandicum (Echinoidea: Spatangoida) around New Zealand, with commente on the relation of morphological variation to environment. Journal ofZoology, 173: 451-475.

Hoffmann C.K. 1871. Zue Anatomie des Echinen und Spatangen. Niederlàndiesches Archiv für Zoologie, 1: 11-112.

Holland N.D. & Ghiselin M.T. 1970. A comparative study of gut mucous cells in thirty-seven species ofthe class Echinoidea (Echinodermata). Biological Bulletin, 138: 286-305.

Holiertz K. 1999. The response of Brissopsis lyrifera (Echinoidea: Spatangoida) to organic matter on the sédiment surface. Dans: Candia, Carnevali & Bonasoro (eds), Proceedings of the 5‘^ European Conférence on Echinoderms, Balkema Press, Rotterdam pp. 19-24.

133 - Bibliographie -

Hollertz K. 2001. On the ecology of the sédiment burrowing heart urchin Brissopsis lyrifera (Echinoidea: Spatangoida). PhD Thesis, Gôteborg University.

Hollertz K. & Duchêne J.C. 2001. Burrowing behaviour and sédiment reworking in the heart urchin Brissopsis lyrifera Forbes (Spatangoida). Marine Biology, 139: 951-957.

Horner R.A. 2002. A taxonomie guide to some common marine phytoplankton. Biopress Limited & Dorset Press, Dorchester, United Kingdom, 195p.

Huntgate 1988. Introduction: the ruminant and the rumen. Dans: Hobson P.N.(ed), The Rumen microbial ecosystem, EIsevier applied Science, Amsterdam, pp. 1-19

Hyman L. 1955. Invertebrates. Vol.4 : Echinodermata, McGraw-Hill, New York, 763p.

Hyman L. 1959. Invertebrates. Vol.5 : Smaller Coelomates Croups, McGraw-Hill, New York, 783p.

Imai I. 1987. Size distribution, number and biomass of bacteria in intertidal sédiments and seawater of Ohmi Bay, Japan. Bulletin of Japanese Society of Microbial Ecology, 2(1 ): 1-11.

Irlbeck N.A. 2001. How to feed the rabbit {Oryctolagus cuniculus) gastrointestinal tract. Journal of Animal Science, 79(E.suppl.): 343-346.

James D.W. & Bamford D.R. 1974. Régional variation in alanine absorption in the gut of Echinus esculentus. Comparative Biochemistry and Physiology, 49A: 101-113.

Jangoux M. 1976. Fonctions des caecums rectaux chez l’étoile de mer, Asterias rubens L. (Echinodermata ; Asteroidea). Thalassia Yougoslovia, 12:181-186.

Jangoux M. 1982a. Digestive System : Crinozoa. Dans: Jangoux M. & Lawrence J.M.(eds), Echinoderm nutrition, Balkema PubI, Rotterdam, pp. 187-190.

Jangoux M. 1982b. Digestive System : Asteroidea. Dans: Jangoux M. & Lawrence J.M.(eds), Echinoderm nutrition, Balkema PubI, Rotterdam, pp. 235-272.

Jangoux M. 1982c. Etude structurelle et fonctionnelle du tube digestif d’Asterias rubens L. (Echinodermata ; Asteroidea). Australien Muséum Memoir, 16: 17-38.

Jennings J.B. 1965. Feeding, digestion & assimilation in animais. Pergamon Press, Oxford, 228p.

Johannes R. E., Coward S. J. & Webb K. L. 1969. Are dissolved amino-acids an energy source for marine invertebrates? Comparative Biochemistry and Physiology, 29: 283-288.

134 - Bibliographie -

Jorgensen C.B. 1976. August Pütter, August Krogh, and modem ideas on the use of dissolved organic matter in aquatic environments. Biological Reviews, 51: 291-328.

Kaestner A. 1968. Invertebrate zoology. Vol.2. Arthropod relatives, Chelicerata, Myriapoda. Wiley-Interscience, New York, 472p.

Kanazawa K. 1992. Adaptation of test shape for burrowing and locomotion in spatangoid echinoids. Palaeontology, 35: 733-750.

Koehler R 1883. Recherche sur les échinides des côtes de Provence. Annales du Musée d’Histoire Naturelle de Marseille, 1(3): 1-167.

Krantz G.W. 1971. Manual of Acarology. Oregon State University Press, 509p.

Kroh A. & Smith A.B. 2010. Classification and phylogeny of post-Palaeozoic echinoids. Journal of Systematic Palaeontology, 7:147-212.

Lawrence D.C., Lawrence A.L., Greer M.L. & Mailman D. 1967. Intestinal absorption in the sea cucumber, Stichopus parvimensis. Comparative Biochemistry and Physiology, 20: 619- 627.

Lawrence J.M. 1987. A functional biology of echinoderms. Croom Helm, London, 340 pp.

Lawrence J.M. & Klinger T.S. 2001. Digestion in sea urchins. Dans: Lawrence J.M.(ed.), Edible Sea Urchins: Biology and Ecology, EIsevier Science B.V., pp.103-113

Lawrence J.M. & Mc Ciintock J.B. 1994. Energy acquisition and allocation by echinoderms (Echinodermata) in polar seas: Adaptations for success? Dans: David B., Guille A., Féral J.P. & Roux M. (eds), Echinoderms through time, Balkema Publ., Rotterdam, pp.39-52,

Lemche H. & Wingstrand K.G. 1960. Classes des Monoplacophores. Dans: Grassé P.P. (ed), Traité de Zoologie, Vol.5, Pt.2, Masson, Paris, pp.1787-1821.

Lenz J. 1972. The size distribution of particles in marine détritus. Dans: Melchiorri - Santolini U. & Hopton J.W. Détritus and its rôle in aquatic ecosystems. Proceedings of an IBP - UNESCO symposium. Memorie dell Istituto Italiano Idrobiologia. 29(Suppl.): pp.17-36.

Libes S. M. 1992. An introduction to marine biogeochemistry. John Wiley & sons, New York, 734 p.

Little C. 2000. The Biology of Soft Shores and Estuaries. Oxford University Press, 252 p.

135 - Bibliographie -

Lopez G.R. & Levinton J.S. 1987. Ecology of deposit-feeding animais in marine sédiments. Quarterly Reviw of Biology, 62(3): 235-260.

Lohrer A.M., Thrush S.F., Hunt L., Hancock N. & Lundquist C. 2005. Rapid reworking of subtidal sédiments by burrowing spatangoid urchins. Journal of Experimental Marine Biology and Ecology, 321: 155-169.

Mangold K. & Bidder A.M. 1989. Céphalopodes - Appareil digestif. Dans: Grassé P.P.(ed), Traité de Zoologie, Vol.5, Pt.4, Masson, Paris, pp.321-373.

Mann K.H. 1962. Leeches (Hirudinea), their structure, physiology, ecology and embryology. Pergamon Press, New York, 201p.

Margalef R. 1967. Laboratory analogues of estuarine plankton Systems. Dans: Lauff G.H. (ed.) Estuaries: perspectives in ecological theory. American Association for the Advancement of Science Publication, 83, pp. 515-521.

Marsh A.G. & Watts S.A. 2007. Biochemical and energy requirements of gonad development. Dans: Lawrence J.M.(ed.), Edible Sea Urchins: Biology and Ecology, EIsevier Science B.V., pp.27-42.

Martoja R. & Martoja M. 1967. Initiation aux techniques de l’Histologie animale. Editions Masson, Paris, 345 p.

Mc Donald P., Edwards R.A. & Greenhaigh J.F.D. 1973. Animal Nutrition. Oliver & Boyd, Edinburgh, 479p.

M'Harzi A. 1999. Phytoplankton community structuring in some areas of the North Sea. PhD thesis, Vrije Universiteit Brussel, Belgium. 221p.

Millot J. 1949. Classes des Arachnides - morphologie générale et anatomie interne. Dans: Grassé P.P.(ed), Traité de Zoologie, Vol.6, Pt.1, Masson, Paris, pp.263-319.

Mooi R. & Chang-Po C. 1996. Weight belts, diverticula and phylogeny of sand dollars. Bulletin of Marine Science, 58(1): 186-195.

Moyes C.D. & Schulte P.M. 2008. Principles of Animal Physiology. Pearson Education Inc., San Francisco, 754p.

Muller Y. 2004. Faune et flore du littoral du Nord, du Pas-de-Calais et de la Belgique: inventaire. Commission Régionale de Biologie de la Région Nord Pas-de-Calais. 307p.

Murray A.E., Hollibaugh J.T. & Orrego C. 1996. Phylogenetic compositions of

136 - Bibliographie - bacterioplankton from two California estuaries comparée! by denaturing gradient gel electrophoresis of 16S rDNA fragments. Applied and Environmental Microbiology, 62(7); 2676-2680.

Muyzer G., de Waal E.C. & Uitterlinden A.G. 1993. Profiling of complex microbial populations by denaturing gradient gel electrophoresis analysis of polymerase chain reaction-amplified genes coding for 16S rRNA. Applied and Environmental Microbiology, 59: 695-700.

Nichols D. 1959a. Changes in the chalk heart-urchin Merasfer interpreted in relation to living forms. Philosophical Transactions ofthe Royal Society (London), 242: 347-437.

Nichols D. 1959b- The histology of the tube-feet and clavulae of Echinocardium cordatum. Quarteriy Journal of Microscopical Science, 100: 73-87.

Nichols D. 1959c. Mode of life and taxonomy in irregular sea-urchins. Dans: Nichols D.(ed.) Taxonomy and geography, a symposium. Systematics Association Publication, 3: 61-80.

Nishizawa S. & Riley G.A. 1962. Research in particulate materials suspended in seawater. Dans: Gorsiine D.S.(ed), Proceedings of the first national Coastal and shallow water research conférence, National Science Foundation, Tallahassee, Florida, pp. 150-152.

Nunes C.D.A.P. & Jangoux M. 2004. Reproductive cycle of the spatangoid echinoid Echinocardium cordatum (Echinodermata) in the southwestern North Sea. Invertebrate Reproduction and Development, 45(1): 41-57.

Nunes C.D.A.P. & Jangoux M. 2007. Larval growth and perimetamorphosis in the echinoid Echinocardium cordatum (Echinodermata): the spatangoid way to become a sea urchin. Zoomorphology, 126: 103-119.

O’Neill P.L. 1978. Hydrodynamics analysis of feeding in sand dollars. Oecologia, 34: 157- 174.

Osinga R., Kop A.J., Maischaert J.F.P. & Van Duyl F.C. 1997. Effects ofthe sea urchin Echinocardium cordatum on bacterial production and carbon flow in experimental benthic Systems under increasing organic loading. Journal of Sea Research, 37: 109-121.

Parsons T.R. & Strickland J.D.H. 1962. Oceanic détritus. Science, 136: 313-314.

Penry D.L. & Jumars P.A. 1987. Modeling animal guts as Chemical reactors. The American Naturalist, 129: 69-96.

137 - Bibliographie -

Penry D,L. & Jumars P.A. 1990. Gut architecture, digestive constraints and feeding ecology of deposit-feeding and carnivorous polychaetes. Oecologia, 82; 1-11.

Péquignat E. 1966a. ‘Skin digestion’ and epidermal absorption in irregular and regular urchins and their probable relation to the outflow of the spherule-coelomocytes. Nature, 210(5034): 397-399.

Péquignat E. 1966b. Observations comparées sur les caractères et le comportement des cellules mobiles dans le sang et les tissus de Psammechinus miliaris et 6'Echinocardium cordatum. Rôle du tissu hémal. Bulletin de la Société Linnéenne de Normandie, 7: 222-238.

Péquignat E. 1970. Biologie des Echinocardium cordatum (Pennant) de la Baie de Seine. Forma et Functio, 2:121-168.

Péquignat E. 1972. Some new data on skin digestion and absorption in urchins and sea stars {Asterias and Henricia). Marine Biology, 12: 28-41.

Pilger J.F. 1993. Echiura. Dans: Harrison F.W. & Rice M.E.(eds), Microscopie Anatomy of Invertebrates. Vol.12, Wiley-Liss Inc., New York, pp.185-236.

Plante C.J., Jumars P.A. & Baross J.A. 1990. Digestive associations between marine detritivores and bacteria. Annuel Review of Ecology and Systematics, 21 ; 93-127.

Portmann A. 1950. Oiseaux - Tube digestif. Dans: Grassé P.P.(ed), Traité de Zoologie, Vol.15, Pt.1, Masson, Paris, pp.270-289.

Portmann A. 1960. Mollusques - Généralités. Dans: Grassé P.P.(ed), Traité de Zoologie, Vol.5, Pt.2, Masson, Paris, pp.1623-1654.

Rolet G. & De Ridder C. 2012. Transfer and incorporation of D-glucose across the wall of the gastric caecum, the stomach and the intestine of the echinoid Echinocardium cordatum. Cahiers de Biologie Marine, in press.

Rolet G., Ziegler A. & De Ridder C. 2011. Presence of a seawater-filled caecum in Echinocardium cordatum (Echinoidea: Spatangoida). Journal of Marine Biological Association of United Kingdom, available on CJO 2011 doi:10.1017/S0025315411001433. 2012, 92(2): 379-385.

Ross J.A., Scott A. & Gardner I.C. 1989. Ultrastructural observations on the caecum of the rabbit. Journal of Anatomy, 164; 165-173.

138 - Bibliographie -

Rowe F.W.E. & Gates J. 1995. Echinodermata. Dans; Wells A.(ed.), Zoological Catalogue of Australia. Vol 33. Melbourne: CSIRO Australie, 510p.

Ruppert E.E., Fox R.S. & Barnes R.D. 2004. Invertebrate Zoology. Brooks/Cole Thomson learning, 963p.

Sasser J.N. & Jenkins W.R. 1960. Nematology. University of North Caroline Press, Chapel Hill, 480p.

Schmidt I. 1970. Phagocytose et pinocytose chez les Spongillidae; étude in vivo de l’ingestion de bactéries et de protéines marquées à l’aide d’un colorant fluorescent en lumière ultra-violette. Zeitschrift für vergleichende Physiologie, 66: 398-420.

Schmidt-Nietsen K. 1979. Animal physiology. adaptation and environment. Cambridge University Press, 560p.

Self R.F.L., Jumars P.A. & Mayer L.M. 1995. In vitro amino acid and glucose uptake rates across the gut wall of a surface deposit feeder. Journal of Experimental Marine Biology and Ecology, 192: 289-318.

Smith A.B. 1980. The structure and arrangement of echinoid tubercles. Philosophical Transactions ofthe Royal Society B, 289: 1-54.

Smith D.C. & Douglas A.E. 1987. The Biology of Symbiosis. Edward Arnold Publishers., London, 302p.

Stevens C.E. & Hume I.D. 1998. Contribution of microbes in vertebrate gastrointestinal tract to production and conservation of nutrients. Physiological reviews, 78(2): 393-427.

Stott F.C. 1955. The food canal of the sea-urchin Echinus esculentus L. and its fonctions. Proceedings ofthe Zoological Society of London, 125: 63-86.

Taghon 1982. Optimal foraging by deposit-feeding invertebrates: rôles of particles size and organic. Oecologica, Berlin, 126: 63-86 .

Telford M. & Mool R. 1996. Podial particle picking in Cassidulus caribaearum (Echinodermata: Echinoidea) and the phylogeny of sea urchin feeding mechanisms. Biological Bulletin,^9^ : 209-223.

Temara A. & De Ridder C. 1992. Nodule formation by the intradigestive symbionts ofthe spatangoid echinoid Echinocardium cordatum (Echinodermata). Dans: Scalera-Liaci L. &

139 - Bibliographie -

Canicatti C.(eds) : Proceedings of the 3rd European Echinoderm Conférence, Lecce (1991), Balkema Publ., Rotterdam, pp. 237-239.

Temara A., De Ridder C. & Kaisin M. 1991. Presence of an essential polyunsaturated fatty acid in intradigestive bacterial symbionts of a deposit-feeder echinoid (Echinodermata). Comparative Biochemistry and Physiology B. 100(3); 503-505.

Tétry A. 1959. Classe des Sipunculiens. Dans: Grassé P.P.(ed), Traité de Zoologie, Vol.5, Pt.1, Masson, Paris, pp.785-854.

Thomas J. D, & Kowaiczyk C. 1997. Utilization of the dissolved organic matter, from living macrophytes, by pulmonate snails. Implications to the “food web” and “module” concepts. Comparative Biochemistry Physiology A, 117(1 ): 105-119.

Thorsen M.S. 1998. Microbial activity, oxygen status and fermentation in the gut of the irregular sea urchin Echinocardium cordatum (Spatangoida: Echinodermata). Marine Biology, 132: 423-433.

Thorsen M.S. 1999. Abondance and biomass of the gut-living microorganisms in the irregular sea urchin Echinocardium cordatum (Spatangoida: Echinodermata). Marine Biology, 133: 353-360.

Thorsen M.S. 2002. Distribution, identity and activity of symbiotic bacteria in anoxie aggregates from the hindgut of the sea urchin Echinocardium cordatum. Ophelia, 57(1): 1- 12.

Tiffon Y. 1971. Détection cytochimique d’hydrolases lysosomiales dans les cloisons septales stériles de Cerianthus Iloydi (Coelentéré Anthozoaire). Comptes rendus de l’Académie des Sciences de Paris, 273:1953-1956.

Timko P.L. 1976. Sand dollars as suspension feeders: a new description of feeding in Dendraster excentricus. Biological Bulletin, 151: 247-259.

Tokin I.B. & Filimonova G.F. 1977. Electron microscopy study of the digestive System of Strongylocentrotus droebachiensis (Echinodermata: Echinoidea). Marine Biology, 44: 143- 155.

Turquier Y. 1989. L’organisme dans son milieu - Tome 1 : les fonctions de nutrition. Doin Editeurs, Paris, 315p.

Ursin E. 1960. A quantitative investigation on the echinoderm fauna of central North Sea. Meddelelser fra Danmarks Fiskeri-Og Havundersogelser. NY Sérié, 2: 1-204.

140 - Bibliographie -

Ussing H.H. & Zerhan K.1950. Active transport of sodium as the source of electric current in the short-circuited isolated frog skin. Acta Physiologica Scandinavica. 23: 110-127

Vandel A. 1949. Arthropodes - Généralités et composition de l’embranchement. Dans: Grassé P.P.(ed), Traité de Zoologie, Vol.6, Pt.1, Masson, Paris, pp.79-158.

Walker K. R. & Bambach R. K. 1974. Feeding by benthic invertebrates; classification and terminology for paleoecological analysis. Lethaia, 7: 67-78.

Warnau M., Temara A., Ameye L. & Jangoux M. 1998. The excretory fonction of the posteriormost part of the echinoid and holothuroid gut (Echinodermata). Comparative Biochemistry and Physiology A, 120: 687-691.

Wassersug R.J. & Johnson R.K. 1976. A remarkable pyloric caecum in the evermannellid genus Cocorella with notes on the gut structure and fonction in alepisaurid fishes (Pisces, Mystophiformes). Journal of Zoology, 179: 273-289.

Watson S.W., Novitsky T.J., Quinby H.L. & Valois F.W. 1977. Détermination of bacterial number and biomass in the marine environment. Applied and Environmental Microbiology, 33(4): 940-946.

West A.B. & Jeal F. 1973. Active absorption of D-alanine in the stomach and intestine of P. lividus. Proceedings ofthe Challenger Society, 4:122-123.

Wilkinson L. 1988. Systat 5.2.1: the System for statistics. Evanton, IL: Systat.

Willenz P. & Van de Vyver G. 1982. Endocytosis of latex beads by the exopinacoderm in the fresh water sponge Ephydatia fluviatilis'. an in vitro and in situ study in SEM and TEM. Journal of Ultra structure Research, 79: 294-306.

Willenz P. & Van de Vyver G. 1984. Ultrastructural localization of lyzosomal digestion in the fresh water sponge Ephydatia fluviatilis. Journal of Ultrastructure Research, 87:13-22.

Willenz P. & Van de Vyver G. 1986. Ultrastructural evidence of extruding exocytosis of residual bodies in the freshwater sponge Ephydatia fluviatilis. Journal of Morphology, 190: 307-318.

Wyatt Durham J., Caster K.E., Exline H., Fell H.B., Fischer A.G., Frizzel D.L., Kesling R.V. Kier P.M., Melville R.V., Moore R.C., Pawson D.L., Regnell G., Spencer W.K., Ubaghs G., Wagner C.D. & Wright C.W. 1966. Part U: Echinodermata 3, Asterozoa - Echinozoa. Treatise on Invertebrate Paleontology, pp. U367-U640.

141 - Bibliographie -

Ziegler A., Faber C., Mueller S. and Bartolomaeus T. 2008. Systematic compahson and reconstruction of sea urchin (Echinoidea) internai anatomy; a novel approach using magnetic résonance imaging. BMC Biology, 6: 33.

Ziegler A., Mooi R., Rolet G. & De Ridder C. 2010. Origin and evolutionary plasticity of the gastric caecum in sea urchins (Echinodermata: Echinoidea). BioMed Central Evolutionary Biology, available on BMC 2010 doi:1011861471214810313.,10: 313.

142