LICENCIATURA EN BIOLOGÍA MARINA
“CONDICIONES DE PROPAGACIÓN Y CULTIVO DEL CORALLIMORPHARIO RICORDEA FLORIDA”
TESIS
PRESENTADA COMO REQUISITO PARCIAL PARA OBTENER EL TITULO DE:
LICENCIADO EN BIOLOGÍA MARINA
POR: CLAUDIA IRENE CENTURIÓN FERNÁNDEZ
Asesora: M.C. GEMMA LETICIA MARTÍNEZ
Mérida, Yuc., México, a 30 de noviembre del 2011
Agradecimientos
Agradezco profundamente el apoyo y amistad que me brindó todo el conjunto de investigadores, especialmente a la Dra. Maite Mascaró M. y el Dr. Nuno Simões del área experimental de Ecología, de la Unidad Multidisciplinaria de Docencia e Investigación (UMDI) de Sisal, Yucatán.
Uno de mis más grandes agradecimientos a mi tutora M.C. Gemma Leticia Martínez, no solo por todos los conocimientos que pude aprender de ella, y por el apoyo académico que me brindó; también por su comprensión y su amistad.
Agradezco a mis sinodales: Dr. Miguel Ángel Ruiz Zárate, Dr. Jacinto Alfonso Aguilar Perera, Dr. Sergio Guillén Hernández y Dr. Gaspar Román Poot López por sus recomendaciones para el mejor resultado de este trabajo.
También agradezco a los profesores del campus de Ciencias Biológicas y Agropecuarias que me guiaron en el estudio de las ciencias del mar y que fueron unos excelentes maestros.
Agradezco a todos los alumnos que se encontraban en la UMDI en ese momento y a todas las personas que hicieron de mi estancia en Sisal una gran experiencia.
Por supuesto, mi más profundo agradecimiento a las personas que hicieron posible que iniciara y concluyera mis estudios, gracias por siempre estar conmigo y apoyarme en todo: MIS PADRES y hermanas, Martha y Alejandra.
Y no puede faltar un agradecimiento a todos mis amigos, los que me han apoyado durante años. A toda la gente que me brindó su amistad y apoyo en la Facultad y una innumerable lista de personas que estimo.
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Índice general
1. Introducción …………………………………………………………………………..7 2. Revisión de literatura……………………………………………………………….....9 2.1 Taxonomía………………………………………………………………………….9 2.2 Hábitat y Distribución…………………………………………………………….10 2.3 Morfología………………………………………………………………………....11 2.4 Condiciones de cultivo…………………………………………………………….12 2.5 Reproducción y propagación……………………………………………………....17 3. Justificación………………………………………………………………………...... 18 4. Objetivos ………………………………………………………………………….....19 4.1 Objetivos generales……………………………………………………………..…19 4.2 Objetivos particulares…………………………………………………………..…19 5. Hipótesis……………………………………………………………………………....20 6. Metodología ………………………………………………………………………....20 6.1 Orígen y mantenimiento de los organismos previo a los experimentos…………...20 6.2 Diseño experimental……………………………………………………………....22 6.2.1 Corte de los organismos…………………………………………………...... 27 6.2.2 Registro de parámetros fisicoquímicos durante los experimentos……….....29 6.2.3 Sustratos…………………………………………………………………….29 6.2.4 Iluminación………………………………………………………………….30 6.2.5 Mapas de superficie………………………………………………………...31 6.2.6 Registro del crecimiento…………………………………………………....34 6.3 Análisis estadístico de los datos………………………………………………….36 7. Resultados…………………………………………………………………………...38 7.1 Parámetros fisicoquímicos………………………………………………………..38 7.2 Mapas de superficie……………………………………………………………...38
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7.3 Día de adhesión al sustrato………………………………………………………39 7.4 Día de regeneración de la boca…………………………………………….…...40 7.5 Día de cicatrización (experimento 3)…………………………………………...40 7.6 Sobrevivencia………………………………………………………………...... 41 7.7 Diámetro final……………………………………………………………...... 44 8. Discusión……………………………………………………………………….…46 9. Conclusiones ………………………………………………………………...... 52 10. Recomendaciones…………………………………………………………...…..52 11. Anexos.………………………………………………………………………….54 12. Referencias…………………………………………………………………...... 61
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Índice de cuadros Cuadro 1. Características comunes de las familias Ricordeidae, Corallimorphidae, Discosomatidae………………………………………………………………………..….10 Cuadro 2. Principales características que distinguen a las 2 especies de la familia Ricordeidae………………………………………………………………………………..10 Cuadro 3. Parámetros fisicoquímicos óptimos para R. florida…………………………….16 Cuadro 4. Objetivos y condiciones particulares en las que se desarrollaron los tres experimentos…………………………………………………………………………….…23 Cuadro 5. Sustratos que se utilizaron para la propagación de R. florida………………..…30 Cuadro 6. Tipos de luces que fueron empleadas para la propagación de R. florida……..…31 Cuadro 7. Tabla de Evaluación de los resultados……………………………………..……37 Cuadro 8. Registro de parámetros de salinidad y temperatura en los tres experimentos ………………………………………………………………………………………………38 Cuadro 9. Rangos de intensidades mínimas y máximas de los tres tipos de lámpara empleadas en el estudio………………………………………………………………………………...39
Índice de figuras
Figura 1. Morfología externa de un coralimorfo típico y morfología interna de R.florida….11 Figura 2. Banda de intervalo espectral donde se obtiene mayor absorbencia de clorofila a y c………………………………………………………………………………………..……13 Figura 3. Sistema de recirculación para el mantenimiento y la propagación de los organismos R. florida…………………………………………………………………………………….22 Figura 4. Tipos de corte que se llevaron a cabo en ejemplares de R. florida para su propagación………………………………………………………………………………....24 Figura 5. Diagrama de los objetivos y condiciones particulares en las que se desarrollaron los tres experimentos……………………………………………….………………….………..26 Figura 6. Diagrama de la metodología general para la propagacion de R. florida…………….28 Figura 7. Esquema de mapa de 34 puntos marcados en la reja cuadriculada………………..32 Figura 8. Esquema de mapa de 420 puntos generados por el programa Surfer 8 sobre cada mapa de superficie…………………………………………………………………………...34
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Figura 9. Medición del diámetro de un ejemplar de R. florida con el programa Imágen J………………………………………………………………………………………..…..35 Figura 10. Sobrevivencia de los fragmentos de R. florida al tipo de corte efectuado (expresado en porcentaje)………………………………………………………………………………42 Figura 11. Regresión lineal aplicada al crecimiento final de los fragmentos de R. florida………………………………………………………………………..……………..44 Figura 12. Ejemplares propagados de R. florida colocados en luz: a y b) HQI; c y d) LC………………………………………………………………………………..………....45
Anexo
Anexo 1. Análisis exploratorio de las variables de respuesta…………………………..…..54 Anexo 2. Colinealidad de las variables explicativas (PAR, total, verde y azul) , donde la variable PAR fué la que presento menor colinealidad, para el experimetno 1 y 2……………………………………………………………………………………………..56 Anexo 3. Colinealidad para descartar las variables explicativas que presenten mayor colinealidad. (PAR, total, y azul).experimento 3…………………………………………...57 Anexo 4. Mapas de superficie de Intensidad de luz a partir de la combinación de luz Actínica azul y blanca (10,000 ºK)…………………………………………………………………...58 Anexo 5. Mapas de superficie de Intensidad de luz a partir de la lámpara HQI………………………………………………………………………………..…….....59 Anexo 6. Mapas de superficie de Intensidad de luz a partir de la lámpara LC……………………………………………………………………………………..……60
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1.-Introducción
Actualmente, las poblaciones naturales de muchos peces e invertebrados están bajo presión por las pesquerías debido a la creciente demanda y valor comercial que conducen a su sobreexplotación. A causa de esto, en los últimos años, la acuacultura ornamental ha tomado impulso (Dayton, 1995) para incrementar el número de organismos producidos a través del cultivo y ayudar a mitigar el fuerte impacto ambiental de la extraccion. Si bien, la actividad de recolección y comercialización de organismos marinos para acuarofilia se concentra fundamentalmente en peces, en años recientes se ha incrementado el número de especies de invertebrados capturados, principalmente los corales (Wabnitz et al., 2003) seguidos de moluscos, camarones y anémonas (Rhyne et. al, 2009). Actualmente, el mercado de acuarofilia mundial para especies ornamentales es un negocio que mueve varios millones de dólares anuales (Calado et al., 2003; Rhyne et al., 2009).
Los corales ornamentales producidos en ambientes confinados de acuarios, aclimatados a las condiciones de cautiverio (iluminación artificial, parámetros fisicoquímicos y alimentación controlados) son capaces de mantener coloraciones atractivas, así como presentar tasas de crecimiento altas y una menor posibilidad de introducir enfermedades a los acuarios a diferencia de los organismos extraídos del medio natural (Calfo, 2001).
Dentro de las numerosas especies de corales ornamentales se encuentran los corales blandos (Calado et al., 2003), dentro de este grupo, existen algunas especies que presentan espículas de calcio en sus tejidos y pueden construir esqueletos cálcicos rígidos, sin embargo, no construyen arrecifes como en el caso de los corales duros (Den Hartog, 1980). En cautiverio, este tipo de corales viven bien con iluminación adecuada, pero requieren una óptima calidad de agua, con bajas concentraciones de compuestos tóxicos (nitratos, nitritos y amonio principalmente) ( Garcia, 2004).
El Caribe Mexicano cuenta con una de las especies de corales blandos más populares para el acuarismo: Ricordea florida. Presenta una demanda real en el mercado de la acuarofilia (Rhyne et al., 2009). Aunque en la actualidad no se encuentra aún en la Lista Roja de la UICN para las especies en peligro de extinción (IUCN, 2010), su extracción y comercialización es
~ 7 ~ alta (Rhyne et al., 2009). Los principales lugares donde se extrae este recurso son: Florida y todo el Caribe, en especial Haití, debido a que hay muy poca restricción en la recolección, lo cual ha generado que la captura ilegal en este lugar aumente (Rhyne et al., 2009).
La popularidad de Ricordea florida deriva principalmente del hecho de que los ejemplares de esta especie son de fácil mantenimiento en cautiverio y que en las condiciones adecuadas logran manter una gran variedad de colores atractivos (Den Hartog, 1980). Entre estas condiciones están: la iluminación adecuada (entre 15 000 y 30 000 luxes) y parámetros fisicoquímicos controlados (pH 8-8.1, temperatura 26 ºC, dureza 6° a 19° dH, calcio 480 ppm, nitritos 0.1 µg/L, nitratos 1 µg/L, salinidad 35 ups, NH4 1 a 5 µg/L y fosfato 0.0156 g/litro ) (Delbeek,J y Sprung,J, 1994; Calfo, 2001).
Actualmente, la información disponible para el cultivo y propagación de esta especie (como sustrato, tipo de corte, iluminación, tiempo de regeneración de la boca y cuerpo) carece en su mayoría de una base científica bien documentada y la que hay se encuentra principalmente en foros de acuarofilia y es fundamentalmente para mantener la especie en los acuarios de los aficionados, más que para producir la especie a escala comercial.
En el presente trabajo se llevaron a cabo 3 experimentos con la especie R. florida, con el fin de establecer las condiciones de propagación y el cultivo óptimas que permitan obtener organismos de talla comercial en el menor tiempo posible. Lo anterior fue planteado para responder a las siguientes preguntas: ¿Cuál es el sustrato óptimo que permita la fijación de los fragmentos en el menor tiempo y que permita que se mantengan fijos? ¿Cuál es el tipo de corte que minimiza el tiempo de regeneración de los tejidos? ¿Qué tipo de luz favorece más la regeneración de los tejidos, el crecimiento y la sobrevivencia de los fragmentos?.
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2.- Revisión de literatura 2.1.- Taxonomía La clasificación taxonómica vigente de esta especie fue descrita por Den Hartog (1980):
Reino: Animal Filo: Cnidaria Hatschek, 1888 Clase :Anthozoa Ehrenberg, 1834 Subclase: Hexacoralia Haeckel, 1896 Orden : Corallimorpharia Stephenson, 1937 Familia: Ricordeidae Watzl, 1922 Género : Ricordea Duchassaing y Michelotti, 1860 Especie: Ricordea florida Duchassaing y Michelotti, 1860
De acuerdo a literatura taxonómica especializada (principalmente den Hartog, 1980), el orden Corallimorpharia es un grupo peculiar dado que externamente presenta similitudes con las anémonas de mar, sin embargo en el interior de su estructura se identifican características similares a aquellas que presentan los corales pétreos. Análisis moleculares indican que este orden debería ser reubicado dentro del orden Scleremtinía (Medina et al., 2006). Familia Ricordeidae toma en varios aspectos una posición intermedia entre las familias Corallimorphidae (anémonas) y Discosomatidae (corales) (Cuadro 1). Es una familia monotípica que agrupa dos especies válidas cuyas principales características que las identifican se presentan en el Cuadro 2. Sus miembros tienen pólipos planos en el disco, simples tentáculos dispuestos en forma radial que no son retráctiles. La especie Ricordea florida. (Den Hartog, 1980), presenta zooxantelas (algas simbiontes) en los tejidos, y es frecuente observar crustáceos decápodos (Den Hartong, 1980; Barrios et al., 2002; Silbiger y Childress, 2008) y copépodos asociados (Ocaña et al., 2007).
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Cuadro 1.- Características comunes de las familias Ricordeidae, Corallimorphidae y Discosomatidae (Den Hartog, 1980).
Corallimorphidae Ricordeidae Discosomatidae Zooxantelas Si Si Si Nematocistos o cnidom Si Si No Tentáculos retráctiles Si No No Tentáculos Largos Cortos Cortos
Cuadro 2.- Principales características que distinguen a las dos especies de la familia Ricordeidae (Den Hartog, 1980)
R. florida R. yuma Puede presentar de una a más bocas Solo presenta una boca Presenta pseudotentaculos No presenta pseudotentaculos Forma alargada irregular Forma circular
2.2.- Hábitat y Distribución
Ricordea florida habita desde fondos someros menores a un metro (formando clones o colonias) hasta 50 m de profundidad (como organismo solitario) (Den Hartog, 1980). Es más común encontrarla a poca profundidad incrustada en fondos rocosos o en restos de corales muertos (Ocaña et al., 2007). Se distribuye exclusivamente en el arco caribeño, incluido el Golfo de México, donde es endémica, hasta las costas brasileñas (Fautin, 2010; Gonzales, 2010). Específicamente, se ha registrado en Antillas, Bahamas, Cuba, Estados Unidos, Haití, Panamá, Puerto Rico, República Dominicana, Brasil, en el Golfo de México y en el Caribe mexicano (Quintana Roo) (Gonzales, 2010). Se han reconocido la existencia de dos linajes genéticos que se traslapan en su área de distribución caribeña ( Torres- Pratts et al., 2011).
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2.3.- Morfología
Ricordea florida es conocida comúnmente como coral falso, coralimorfario florida, coral anémona, coral hongo (Fautin, 2010). Estos nombres comunes son resultado de su morfología y de la peculiar similitud que presenta con las anémonas y los corales pétreos (Den Hartog, 1980).
La parte superior de su cuerpo se denomina disco oral. El área de tallo, que en esta especie es muy pequeño, se llama columna y se encuentra justo encima del disco pedal, que es la estructura mediante la cual se adhieren al substrato(Den Hartog, 1980). La (s) boca (s) normalmente se ubican en el centro del disco oral aunque en ocasiones pueden encontrarse hacia un lado y está (n) revestida (s) de un fino tejido. El hipostoma es la estructura donde se encuentra la boca, el cual es ligeramente elevado, largo y cónico. Es una estructura muy importante ya que se encarga del proceso de la digestión (Den Hartog, 1980). En la figura 1.a) se presenta la morfología externa e interna de un coralimorfo y en la figura 1.b) se muestra la morfología externa de R. florida.
Hipostoma
a) b)
Fig 1. a) Morfología externa e interna de un coralimorfo típico (Hosie, 2010); b) Morfología externa de R. florida
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R. florida presenta una morfología del cuerpo muy variable y que va desde las típicas formas circulares que mayormente se encuentran entre organismos solitarios, hasta aquéllas alargadas y sinuosas (elípticas) que se presentan entre organismos que viven en colonias (Calfo, 2001). El número de aberturas orales y diámetro por pólipo varía en relación al crecimiento solitario (hasta ocho cm con una o dos bocas), semi-colonial o colonial (entre dos y tres cm y hasta siete bocas) presentando una simetría radial (Calfo, 2001).
La coloración de R. florida por lo general va de chocolate a marrón púrpura, especialmente en la parte superior, más pálido hacia la base (Calfo, 2001). La periferia del disco oral a menudo presenta una coloración azul brillante; en tanto que la parte central es mayormente opaco azulado, violáceo o parduzco. De forma general el hipostoma presenta una tonalidad verde brillante (Calfo, 2001).
2.4.- Condiciones de cultivo
Las condiciones de cultivo para la propagación ex situ deben replicar a las que se encuentran en el arrecife natural, las cuales deben ser bien identificadas para cada especie (Arvedlund et al., 2008). Para la propagación y el cultivo de corales los parámetros de vital importancia son la luz, el flujo de agua, la temperatura, la salinidad, la concentración de oxígeno disuelto y la química del agua (nitratos, nitrógeno, calcio y pH) (Delbeek, 2001). Tanto en sistemas naturales como artificiales, la calidad y la cantidad de luz, así como el flujo de agua son dos de los principales factores limitantes para el crecimiento de los corales (Calfo, 2001).En el caso del flujo de agua, se tiene bien identificado que R. florida depende del movimiento del agua para la obtención de los alimentos, para remover los productos de desecho, para evitar la acumulación de sedimentos y detritos, así como para llevar a cabo el intercambio gaseoso (Sunagawa et al., 2008).
Por otro lado, la luz es importante para todos los corales que mantienen una relación simbiótica con las zooxantelas (Calfo, 2001). Al igual que los demás organismos fotosintéticos, estas células poseen la habilidad de utilizar la luz solar para transformar el
~ 12 ~ dióxido de carbono y el agua en compuestos orgánicos, estos son utilizados después por el coral para su nutrición, crecimiento y las zooxantelas ayudan a la regeneración de tejido y sustancias orgánicas, así como la generación de aminoácidos (Goldman, 2006), junto con alimentos complementarios como compuestos fitoplanctónicos y zooplanctónicos; en cultivo se emplean alimentos tales como artemia y mysis que de forma periódica se añaden al acuario (Calfo, 2001).
Ya que los corales mantienen relaciones simbióticas con las zooxantelas es importante conocer el proceso biológico de la luz. Tomando en cuenta la luz visible, se puede elegir una luz adecuada para el acuario (Strohmeyer, 2011). El intervalo espectral de luz (PAR1) que necesitan las zooxantelas para llevar acabo la fotosíntesis, se encuentra entre 465- 520 nm es donde se tiene la gama PAR mas alta, que es donde se encuentra la banda mas alta de absorción de la clorofila a, c y peridinina (pigmento carotenoideo que capta la luz con relación a la clorofila) (Strohmeyer, 2011) (Fig. 2). Específicamente para R. florida el intervalo del espectro (PAR) se ecuentra entre 479 y 510 nm (Mazel, 1995).
intensidad d
nm
Fig. 2.- Banda del intervalo espectral donde se obtiene mayor absorbencia de clorofila a y c
¹PAR: radiación solar fotosintéticamente activa, es decir de los 400 a 700nm, porción del espectro del luz que los organismo fotosintéticos son capaces de utilizar para el proceso de la fotosíntesis.
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Por otro lado, el grado de penetración de la luz varía en función de la hora del día. El máximo grado de penetración se alcanza a las 12:00 hrs, justo cuando el sol emite luz en perpendicular a la superficie del océano. En sitios con profundidades menores al metro (donde los organismos autóctonos alcanzan la tasa máxima de fotosíntesis) registran entre 15 000 y 30 000 lux2, y a profundidades mayores de un metro se registra a mas 30 000 a 35 000 lux (Strohmeyer, 2011).
Para llevar a cabo la propagación y el cultivo de corales de una forma exitosa, es necesario emplear diferentes condiciones de iluminación, las cuales derivan principalmente de los requerimientos naturales de la especie de interés. Esto se logra a través del suministro de distintas intensidades energéticas, a través de la combinación de diferentes tipos de lámparas, variando las proporciones de cada una de ellas; el tiempo de exposición, y la distancia entre la fuente de radiación y el organismo (Edding et al., 2006)
En condiciones de cultivo o laboratorio R. florida puede mantenerse con diferentes tipos de iluminación. Son empleadas luces del tipo fluorescente común, tales como: T5, Power Compact o ampolleta compacta (PcoPL o LC), VHO (por sus siglas en ingles:Very High Output), de halogenuros metálicos: HQI (por sus siglas en inglés: Hydrargyrum quartz iodide); las lámparas más populares para el mantenimiento de peceras de arrecife van de 10 000 a 20 000 ºK (Strohmeyer, 2011). En muchos foros de acuacultura en internet se reconoce que esta especie se mantiene mejor en profundidades menores a 50 cm, bajo luz fluorescente (PcoPL o LC) (Ronald et al., 2008). Este tipo de luz ofrece una variante mejor y más económica, a los tubos fluorescentes comunes; su menor tamaño permite tener una mayor intensidad de luz en un espacio reducido, pudiendo combinarse varios tubos sin necesidad de grandes luminarias y eficientizando el número de watts por litro (w/l)) se optimiza el espacio (Riddle, 2007).
2Lux:: es la unidad derivada del Sistema Internacional de Unidades para la iluminancia o nivel de iluminación. Equivale a un lumen /m². Se usa en fotometría como medida de la intensidad luminosa, tomando en cuenta las diferentes longitudes de onda según la función de luminosidad, un modelo estándar de la sensibilidad a la luz del ojo humano. Un lux equivale a 0.0929 lúmenes. Ssímbolo lx
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Este tipo de lámpara mejoran el color natural de los peces y aportan la intensidad de luz del día tropical en el acuario, lo cual hace que las plantas y el coral prosperen perfectamente, ya que este tipo de lámpara tienen mayor penetración que los tubos fluorescentes T8 y T12 en profundidades menores al metro (Ronald et al., 2008).
Por otro lado, también se emplean las lámparas de halogenuros metálicos HQI, aunque se debe tener precaución de colocar a los ejemplares en profundidades mayores a 1 m ya que este tipo de lámpara produce una gran cantidad de calor (Ronald et al., 2008). Este tipo de lámpara es utilizada por las personas que reproducen especímenes mediante fragmentación. Estas lámparas HQI transmiten mucho calor al agua por lo que puede hacerse necesario el uso de enfriadores (chillers) que emiten una gran cantidad de luz ultravioleta, muy peligrosa para nuestro ojos, piel, y para los organismos del acuario (Strohmeyer, 2011). De igual forma, se emplea iluminación blanca (10 000 ºK) y azul (Actínica 03%), cada una en forma independiente, aunque se recomienda la combinación de ambas en una proporción 1:1 (una lampara de luz blanca y una lampara de luz actinica) con el propósito general de crear la intensidad de la longitud de onda correcta para promover el crecimiento de algas beneficiosas, y para dar una luz brillante para iluminar a los corales ( Ronald et al., 2008; Joshi, 2010).
Los parámetros fisicoquímicos óptimos registrados en el medio natural y recomendados para el cultivo de corales blandos y en particular para R. florida se describen en la Tabla 3. En cultivo, se debe tener especial cuidado con las concentraciones de nitratos y fosfatos presentes ya que niveles elevados repercutirán en el desprendimiento de la parte carnosa de la matriz calcárea del animal impidiendo la regeneración del cuerpo. Por esta razón y aunque la filtración biológica sea efectiva, se deben realizar cambios periódicos quincenales del 20% del agua del tanque y contar con un excelente mantenimiento de la filtración mecánica (sifonear el fondo arenoso y retirar cualquier organismo muerto y restos de comida que podrian alterar la calidad de agua) (Calfo, 2001).
Por otro lado, uno de los sustratos que más utilizan los acuaristas actualmente es la roca viva que presenta beneficios fundamentales por su actividad como masa de filtración biológica, ya que su superficie es muy porosa y rápidamente es colonizada por bacterias que intervienen en
~ 15 ~ la descomposición del nitrito del agua. Un acuario con una buena cantidad de roca viva garantiza su buen funcionamiento, esto aunado a una iluminación óptima, garantiza la sobrevivencia y el crecimiento de los invertebrados (Calfo 2001; Yuen et al., 2009). Sin embargo, además del daño ecológico que se provoca al extraer roca viva del medio natural, ésta puede traer consigo patógenos (bacterias, parásitos) que si no es tratada de forma adecuada, se corre el riesgo de introducir enfermedades en los acuarios o sistemas de cultivo. Aunado a esto, el costo de transportación es elevado y además, en algunos casos, durante su traslado el material se seca, debido a lo cual los organismos adheridos mueren (Yuen et al., 2009).
Cuadro 3. Parámetros fisicoquímicos óptimos para R. florida.
Parámetro
Medio natural Cultivo Referencias
Ph 8 – 8.4 8.1 - 8.4 (Delbeek y Sprung, 1994), (Calfo, 2001), (Goldman, 2006), (Borneman, 2008) , (Ellis y Sharon, 1999).
Temperatura 26 ºC 24 a 28 C (Delbeek y Sprung, 1994) , (live aquaria, 2010), (Calfo, 2001), (Goldman, 2006), (Borneman, 2008) (Ellis y Sharon, 1999)
Dureza 6° a 19° dH 8° a 12° dH (Delbeek y Sprung, 1994)
Calcio 480 ppm 400-420 ppm (Delbeek y Sprung, 1994), (Calfo, 2001), (Borneman, 2008)
Nitritos 0.1 - µg/L <0.003 µg/L (Delbeek y Sprung, 1994), (Calfo, 2001)
Nitratos 1 µg/L <5 µg/L (Delbeek y Sprung, 1994) (Calfo, 2001)
Salinidad 35 ups 33 a 35 ups (Delbeek y Sprung, 1994); (Goldman, 2006) (Calfo, 2001), (Borneman, 2008), (Ellis y Sharon, 1999)
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NH4 1 a 5 µg/L <0.05 µg/L (Delbeek y Sprung, 1994)
Fosfato 0.0156 g/litro <0.05 g/litro (Delbeek y Sprung, 1994)
2.5.- Reproducción y propagación
Se sabe que los corales pueden reproducirse tanto de manera sexual como asexual. En la reproducción sexual, la mayoría de los corales liberan los gametos (óvulos y espermatozoides) al agua llevándose a cabo la fecundación externa (Calfo, 2001). Existe también el tipo de reproducción interna cuando el óvulo es fertilizado dentro de la cavidad gastrovascular; varios días después de la fecundación, se forma la plánula (larva) y ésta se dispersa en la columna de agua y en el fondo (Calfo, 2001).
Por otro lado, en el medio natural, la reproduccion asexual puede darse por medio de fragmentación (Highsmith, 1982), partenogénesis, desprendimiento de tejido o bien por división de un pólipo en dos (fisión)( Richmond 1997: Porter y Tougas, 2001), produciendo nuevas colonias genéticamente idénticas (Richmond y Hunter, 1990; Calfo, 2001).
Para el cultivo, la técnica más común de propagación de corales blandos ha sido la fragmentación impuesta, a través de corte, ruptura o serruchado. Por definición, éstas son acciones deliberadas para propagar asexualmente un coral y producir divisiones que son clones de vida libre del padre/donador; Éstas son, a la fecha, las formas más rápidas y populares de propagar corales blandos (Calfo, 2001).
Específicamente, la propagación natural ex situ de R. florida se lleva a cabo de una manera fácil por medio de fisión. La técnica consiste en hacer un solo corte en el disco oral justamente por la mitad de la boca. La incisión debe cortar el pólipo en la mitad, estimulando al pólipo para completar la división, volviendo a crecer en dos pólipos completamente separados (Calfo, 2001).
La mayoría de los estudios de propagación de corales ex situ se encuentran actualmente en fase de investigación para diferentes especies de corales así como el desarrollo de técnicas de
~ 17 ~ adhesión de los fragmentos a un sustrato, el crecimiento bajo diferentes parámetros, la corriente de agua (dirección de flujo), tipos de sustrato, intensidades y tipos de iluminación (Lawrence, 2011).
3.- Justificación
Durante muchos años, los corales duros y blandos han sido objeto de cultivo y de reproducción artificial para abastecer el mercado internacional (Rhyne et al., 2009). Sin embargo, el volúmen del comercio mundial de corales propagados es muy pequeño en comparación con el volúmen comercializado producto de la extracción en el medio natural (CITES, 2000). Es bien reconocido que los corales se encuentran bajo presión de captura; problemática que se suma al incremento de los niveles de perturbación ambiental y ecológica, incluyendo los impactos del cambio climático, que reducen drásticamente la disponibilidad de condiciones favorables para el reclutamiento de nuevos corales los cuales por lo general presentan además tasas de crecimiento lentas (Pandolfi et al., 2003). Una manera de minimizar tales impactos es la reproducción en cautiverio (CITES, 2000).
Igualmente, puede ser de beneficio socio-económico la estandarización y transferencia de tecnología para la propagación y cultivo de los corales; de esta forma, se abre la posibilidad de generar fuentes alternativas de empleo e ingresos en las comunidades costeras predominantemente rurales que normalmente se dedican a la pesca (Calado et al., 2003).
R. florida es una especie atractiva y vistosa, con una fuerte demanda en el mercado de la acuarofilia (Calfo, 2001), lo cual puede ponerla en una condición de sobreexplotación (CITES, 2000). Además presenta diversas ventajas, puede mantenerse en acuarios poco profundos, no presenta comportamientos agresivos hacia otras especies de corales; puede alimentarse en cautiverio con diversos tipos de alimentos congelados y se adapta bien a una amplia gama de condiciones de iluminación y de calidad de agua (Calfo, 2001). Los precios que estos organismos alcanzan en el mercado, con tallas entre 2 y 3 cm, fluctúan entre $ 10 y 30 USD;
~ 18 ~ llegando a alcanzar precios de hasta $ 50 USD dependiendo de su coloración y tamaño (organismos con un diámetro aproximado de 5 cm) (Tom, 2011).
Debido a todo lo anterior, en el presente trabajo se plantea el procedimiento experimental con el fin de abordar diferentes aspectos de la propagación y el cultivo de R. florida, que permita la obtención de organismos de talla comercial en el menor tiempo posible.
4.- Objetivos
4.1.-Objetivo general
Determinar las condiciones de sustrato, luz y tipo de corte apropiadas para la propagación y el cultivo del corallimorpharia Ricordea florida, en condiciones de laboratorio.
4.2.- Objetivos específicos:
1.- Comparar la sobrevivencia, así como el tiempo y la frecuencia de adhesión de los fragmentos.
2.- Analizar el efecto del tipo de corte, en conjunto con el tipo de sustrato sobre el tiempo de adhesión, tiempo de regeneración de la boca y sobrevivencia de los fragmentos.
3.- Analizar el efecto del tipo de luz, en conjunto con los tipos de ondas de intensidades, el tipo de sustrato sobre el tiempo de adhesión, tiempo de regeneración de la boca, la cicatrización del cuerpo, crecimiento final y sobrevivencia de los fragmentos.
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5.- Hipótesis
Fragmentos de R. florida provenientes de organismos cortados por en medio de la boca, cultivados sobre sustratos de roca viva y bajo luz artificial fluorescente del tipo PcoPL o LC con intensidades de luz entre los 15,000 a 30,000 lux presentarán una mayor sobrevivencia y crecimiento que aquellos fragmentos provenientes de organismos cortados transversalmente, cultivados sobre sustratos de concha, grava o plástico, y bajo luz artificial del tipo Actínica- Blanca (1:1) o HQI que poseen intensidades menores o mayores que las recomendadas.
6.- Metodología
6.1.- Orígen y mantenimiento de los organismos previo a los experimentos
Los ejemplares de R. florida, empleados en el presente trabajo provenían de la localidad de Mahahual, Quintana Roo. Aquéllos especímenes que se utilizaron en los experimentos 1 y 2 ,fueron capturados durante el mes de febrero, mientras que los organimos del experimento 3 se capturaron durtante el mes de marzo. Cabe hacer mención que los especímenes se encontraron a una profundidad no mayor a cinco metros, adheridos a diferentes sustratos como corales muertos y fragmentos de concha o roca.
Tras la extracción, los organismos se mantuvieron adheridos a pequeños fragmentos de su sustrato natural y transportados en una hielera con una bomba de aireación. Los ejemplares se llevaron al Área Experimental de Ecología y Conducta, que pertenece a la Unidad Multidisciplinaria de Docencia e Investigación de la UNAM, en Sisal, Yucatán.
Se empleó un sistema biológicamente maduro, el cual contó con un filtro biológico activo por lo menos de 6 meses. Antes de colocar los organismos en este sistema, se verificaron los parámetros fisicoquímicos óptimos requeridos para la especie según se especifica en el cuadro 3. Se verificó la temperatura con un termómetro de mercurio, la salinidad con un refractómetro de Aquatic (RH5-10ATC), y las concentraciones de nitritos, nitratos, pH, calcio, amonio y fosfato con kits de pruebas colométricas marca Hangen.
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Se llevó a cabo la aclimatación gradual a través de un flujo por goteo del agua del sistema a la hielera que contenía a los organismos recién llegados. Posteriormente los organismos se colocaron dentro del dispositivo experimental. Durante el primer día de aclimatación, el sistema se mantuvo sin la iluminación habitual de los acuarios con el fin de minimizar el estrés, según la recomendación de Calfo (2001). Solamente se mantuvo la iluminación general del área experimental.
Los organismos se mantuvieron con lámparas de luz blanca (de 10,000 K) y lámparas de actínica (96 watts) en una proporción 1:1 (una lámpara de luz blanca y una lámpara de luz actínica), o bien en una proporción de 50-50%, hasta el momento en que fueron sometidos a los diferentes tratamientos. Los organismos que llegaron adheridos a su sustrato original, se les mantuvo de esa manera; mientras que aquellos organismo que se desprendieron durante el transporte, fueron colocados en estructuras de plástico, cajas de Petri y/o contenedores de plástico para evitar que fueran desplazados por la corriente del sistema. El período de mantenimiento duró una semana durante la cual se les alimentó tres veces a la semana ad libitum con alimentos congelados (artemia adulta o mysis de camarón) (Calfo, 2001).
Los ejemplares fueron colocados en un sistema de recirculación (Fig. 3) que consta de tres tanques rectangulares de 85 litros cada uno (75 cm de largo por 68 cm de ancho), con una columna de agua de 20 cm de alto.
La recirculación fué mantenida a través de una bomba de 60 HZ con caudal máximo de 10,000 L/h la cual permitió elevar el agua a cada uno de los tres niveles (Fig. 3a). Cada nivel mantiene una salida de agua colocada a lo ancho de cada estanque, la cual se encuentra además muy cercana a la superficie. Esto permitió mantener un flujo laminar de la corriente del agua. El flujo en cada nivel se reguló de forma independiente con ayuda de una válvula (Fig. 3b). El recambio de agua en este caso fue de 10 % cada dos días. Se mantuvo un fotoperíodo de 12 horas luz- 12 horas obscuridad.
~ 21 ~ nivel 1
Fig 3. a) Sistema de recirculación para el mantenimiento y la propagación de los ejemplares de R. florida. b) reservorio de agua; c) salida del agua
6.2. Diseño experimental
Se realizaron tres experimentos con diferentes objetivos, tratamientos, réplicas y duración (Cuadro 4). Los experimentos 1 y 2 se llevaron a cabo en el nivel 1 del sistema de recirculación, mientras que el experimento 3 se realizó en los niveles 2 y 3 del sistema.
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Cuadro 4. Objetivos y condiciones particulares en las que se desarrollaron los 3 experimentos del presente trabajo
Exp Objetivos Tratamientos Organismos¹ Duración² Qué se registró 1 Comparar la sobrevivencia, así como el tiempo y Sustrato 8 organismos 3 semanas Tiempo de adhesión y la frecuencia de adhesión de los fragmentos. I: grava sobrevivencia II: concha
2 Analizar el efecto del tipo de corte, en conjunto Sustrato 18 organismos: 7 semanas Tiempo de adhesión, tiempo con el tipo de sustrato sobre el tiempo de I: roca viva de regeneración de boca y adhesión, tiempo de regeneración de la boca y II: concha sobrevivencia sobrevivencia de los fragmentos. Tipo de corte IV: corte en medio V: corte transversal
3 Analizar el efecto del tipo de luz, en conjunto con Tipo de lámpara 80 organismos 8 semanas Tiempo de adhesión, tiempo los tipos de ondas de intensidades, el tipo de III: lámpara HQI de regeneración de boca, de sustrato sobre el tiempo de adhesión, tiempo de IV: lámpara PcoPL o LC cicatrización de cuerpo, regeneración de la boca, la cicatrización del crecimiento y sobrevivencia. cuerpo, crecimiento final y sobrevivencia de los fragmentos
¹el número de organismos empleado en cada experimento, dependió del número de organismos disponibles al momento de iniciar cada experimento. ² La duración de cada experimento estuvo en función de los objetivos planteados para cada uno.
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Para el experimento 1 se utilizaron 16 fragmentos provenientes de ocho individuos en total, procurando que si los fragmentos aun estaban adheridos al sustrato natural fueran desprendidos con ayuda de una navaja delgada. Tras el corte, los fragmentos fueron colocados aleatoriamente entre los sustratos (concha y grava). Todos los fragmentos fueron obtenidos mediante un corte por el centro del organismo, asegurando que una porción de la boca quedara en ambos fragmentos. El tipo de lámpara utilizado fue el de Actínica - Blanca (proporción 1:1) El experimento tuvo una duración de tres semanas, durante las cuales se registró el día en que cada fragmento se adhirió al sustrato. Asimismo, al final de las tres semanas se contabilizaron el número de fragmentos sobrevivientes (Fig. 4)
El segundo experimento tuvo como objetivo analizar el efecto del tipo de corte (simétrico transversal y asimétrico transversal) en conjunto con el tipo de sustrato, el tiempo de adhesión, tiempo de regeneración de la boca y sobrevivencia de los fragmentos. En este caso los sustratos fueron roca viva y concha. Al igual que en el experimento anterior, el tipo de iluminación empleada fue a través de las lámparas Actínica y Blanca (proporcion 1:1). En este experimento se utilizaron 18 organismos en total de los cuales seis fueron para el corte simétrico transversal y 12 cortados asimétrico transversal (ya que de los 12 solo se utilizó una parte del fragmento) (Fig. 5). Los fragmentos fueron repartidos entre los dos tipos de sustrato, de tal forma que cada individuo estuviese representado en todos los sustratos. El experimento tuvo una duración de siete semanas (Fig. 4).
a b
Fig. 5 Tipos de corte que se llevaron a cabo en ejemplares de R. florida para su propagación a) tipo de corte simétrico transversal; b) tipo de corte asimétrico transversal.
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El tercer experimento tuvo como objetivo analizar el efecto del tipo de luz (PcoPL(LC) y HQI) en conjunto con los tipos de intensidades de ondas (total, PAR, azul y verde), el tipo de sustrato, el tiempo de adhesión, tiempo de regeneración de la boca, la cicatrización del cuerpo, crecimiento y sobrevivencia de los fragmentos. En este caso todos los fragmentos fueron obtenidos mediante un corte simétrico transversal, asegurando que una porción de la boca quedara en ambos fragmentos. En este experimento se utilizaron 160 fragmentos provenientes de 80 organismos mismos que fueron repartidos entre los dos tipos de sustratos (roca viva y plastic plug) (Fig 4).
En un diseño de bloques aleatorizados, cada fragmento en su respectivo sustrato fué distribuido aleatoriamente en cada una de las ocho canastas con las que contaba el diseño. Cuatro de estas canastas fueron colocadas de forma aleatoria en el nivel 2 del sistema y otras cuatro canastas se colocaron en nivel 3 del sistema, con el fin de que la mitad de los fragmentos (80) se mantuvieran bajo el tipo de luz LC y la otra mitad bajo el tipo de luz HQI ( Fig. 4). El experimento tuvo una duración de ocho semanas.
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¹ Solo se contaba con 40 sustratos de plastic plug
Fig. 4 Diagrama de los objetivos y condiciones particulares en las que se desarrollaron los tres experimentos del presente trabajo.
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6.2.1 Corte de los organismos.
Para cada experimento, se llevaron a cabo las mismas medidas de higiene y desinfección. El área de trabajo fué desinfectada con alcohol y la manipulación de los organismos se llevo a cabo con guantes quirúrgicos para minimizar el contacto con las toxina que desprendieron los organismos al ser cortados.
Previamente se preparaban dos contenedores de plástico. Uno de ellos con agua del sistema del cultivo, en donde se colocaban los organismos que iban a ser cortados y otro con agua de mar limpia a la cual se añadían 4 gotas por litro de agua, de tintura de yodo. El yodo se utilizó para desinfectar a los organismos recién fragmentados (Ellis y Sharon, 1999).
El corte de los fragmentos se llevó a cabo con una navaja de afeitar la cual se desinfectaba previamente con alcohol. Como ya se mencionó previamente, aquellos organismos que se encontraban adheridos en la roca o concha original, eran desprendidos de ellas con la ayuda de la misma navaja.
Una vez cortados, los fragmentos se colocaron en el contendor plástico con yodo y se dejaron ahí durante un período de tres a cuatro minutos. Pasado este tiempo, los fragmentos eran retirados y colocados en uno de los cuatro sustratos que le correspondía según el tratamiento correspondiente: grava, concha, roca viva o plastic plug (Tabla 5).
El procedimiento general del corte de los fragmentos que fué llevado a cabo para cada uno de los tres experimentos de propagación del corallimorphario R. florida se describe en la Figura 6.
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Fig. 6 Diagrama de la metodología general para la propagación de R. florida
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6.2.2 Registro de parámetros fisicoquímicos durante los experimentos
Se registraron los parámetros ambientales de temperatura y salinidad una vez al día, en tanto que los nitritos, nitratos, pH, dureza, calcio, amonio y fosfato cada 15 días. La temperatura se registró a través de un termómetro de mercurio. La salinidad con un refractómetro (modelo aquatic RH5-10ATC). Los parámetros químicos se registraron con un kit de pruebas colorimétrico de la marca Hagen.
La temperatura se mantuvo constante en los tres experimentos a través del empleo de un termorregulador (Current primer chiler, marca RANCO) el cual ayudó a mantener este parámetro en los niveles requeridos por la especie según se especifica en la Tabla 3 (26 °C). Con el fin de mantener la salinidad recomendada de 35 ups se añadía periódicamente agua dulce al sistema de recirculación.
6.2.3 Sustratos
Dependiendo del sustrato en el que los ejemplares fueron colocados, estos fueron preparados previamente. En el caso de los sustratos de concha (experimentos 1 y 2) y roca viva (experimentos 2 y 3), se cortaron fragmentos de tamaño similar (5 x 5 cm), en tanto que la grava (experimento 1) se colocó en tapas de cajas de Petri. Las cajas de Petri fueron colocadas directamente en el sistema, en tanto que los fragmentos de roca viva y/o concha fueron colocados dentro de canastas de plástico para facilitar recoger los fragmentos que no se adhirieron rápido al sustrato (Ellis y Sharon, 1999). En el cuadro 5 se muestran las características de cada sustrato empleado.
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Cuadro 5.- Sustratos que se utilizaron para la propagación de R. florida
Características
Sustrato Grava La grava es un sustrato constituído por arena y pedazos de piedra muy fina, cuyo principal componente es el calcio, el cual ayuda a mantener el nivel del
mineral en el sistema de cultivo (Calfo, 2001).
Fragmentos de conchas Se emplearon fragmentos de conchas de gasterópodos, ya que es común encontrar a R. florida adherida a este tipo de sustrato en el medio natural
(Calfo, 2001; Ellis y Sharon, 1999) .
Roca viva Se emplearon fragmentos de roca viva preparada artificialmente 1 la cual se mantuvo bajo un período de maduración previamente. R. florida se adhiere de
forma natural a roca arrecifal (Ellis y Sharon, 1999; Calfo, 2001; García, 2004; Yuen et al., 2009)
Plastic plug Para la propagación de R. florida se empló este sustrato artificial fabricado de plástico, el cual es comúnmente empleado en la propagación de corales duros en cautiverio (Calfo, 2001).
1La cooperativa Aqua-ornamentales Sisal (AOS) elaboró la roca artificial empleada. Su preparación consta de la mezcla de una cuarta parte de cemento blanco y tres cuartas partes de arena (comúnmente se emplea arena de orígen de carbonatos de calcio, como la aragonita)-. El tiempo mínimo de curado fue de un mes en estanques externos, en el cual empieza a ser colonizada por algas coralinas y bacterias para poder convertirse en roca viva (Robles et al., 2009)
6.2.4 Iluminación
En el cuadro 6 se presentan las principales características de los tipos de lámparas comúnmente empleadas en el mantenimiento de acuarios de arrecife, que fueron probadas para la propagación del corallimorpharia R. florida.
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Cuadro 6.- Tipos de luces que fueron empleadas para la propagación de R. florida.
Características Lámpara
La combinación luz blanca y actínica se emplea para simular el amanecer y Actínica y Blanca anochecer en el acuario. La luz blanca contiene todas las longitudes de onda en (10,000 K ) igual cantidad y la luz azul produce una apariencia fosforescente en los corales
Proporción 1:1 que contienen este tipo de pigmentos (Ronald et al., 2008).
PcoPL Lámpara fluorescente compacta PcoPL de 36 w por lo general de 37,1 cm. Luz actínica que potencializa el desarrollo, así como los colores fluorescentes de los (LC) corales. Produce algunos de los espectros más amplios de luz y crea un mejor efecto en la pigmentación iridiscente de muchos invertebrados de arrecife. Agrega vitalidad a los organismos. Este tipo de lámpara comúnmente es llamada LC o lámpara compacta (Riddle, 2007).
HQI Este tipo de iluminación produce una gran cantidad de luz en un espacio reducido. Así mismo, posee una temperatura de color muy alta, hasta 20 000 °K. Es común el uso de lámparas de 70, 150 ó 250 w. y temperaturas de color de 10 000 ó 13 000 ºK. Dentro del espectro luminoso emiten gran cantidad de luz azul, por lo que se pueden instalar sin combinarlas con luz actínica (Ronald et al., 2008; Joshi, 2010).
6.2.5 Mapas de superficie
Durante la ejecución de los experimentos se hizo notar que la intensidad de la luz de las diferentes longitudes de onda (verde, azul y fotosintéticamente activa o PAR) no fué similar ni entre el tipo de lámparas usadas (Actinica-Blanca (1:1), HQI, PcoPL(LC), ni fué su incidencia homogénea dentro de un mismo tratamiento lumínico (en toda la superficie de los acuarios donde se encontraban los fragmentos experimentales). Por ello, se decidió analizar la sobrevivencia (variable de respuesta binomial) y el diámetro o crecimiento (variable de respuesta normal) como proxy del crecimiento en función de variables explicativas continuas que representaran la intensidad de luz ,ya fuera de longitud de onda verde o PAR. Para llevar a
~ 31~ cabo el registro de la intensidad de luz que recibían los fragmentos de R. florida durante cada uno de los experimentos, se llevó a cabo la siguiente metodología.
Cada nivel del sistema en el cual se llevaron a cabo los tres experimentos contaba con una reja de plástico cuadriculada (30 x 25 cm). Sobre la cuadrícula se colocaron marcas cada 7 cm a lo largo y cada 5 cm a lo ancho, conformándose una cuadricula de 34 puntos (Fig. 7). Estas marcas fueron la base de referencia para llevar a cabo el registro de la intensidad de luz de cada lámpara sobre los acuarios.
Fig. 7 Esquema de mapa de 34 puntos marcados en la reja cuadriculada.
Las mediciones de las intensidades se llevaron a cabo mediante un espectrómetro (USB 4000), al cual se conectó una fibra óptica. La fibra se colocaba dentro de la columna de agua dirigida hacia la fuente de luz en cada uno de los puntos marcados en la reja. En el momento de llevar a cabo las mediciones, la fibra y el espectrómetro se encontraban conectados a una computadora en la cual previamente se instaló el programa Ocean Optics. Con ayuda de este programa se registró la intensidad de luz medida en cada punto tanto en una gráfica como en una base de datos que indicaba los nanómetros e intensidades (lux) registrados y que eran almacenados como una base de datos en Excell.
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A partir de esta base de datos se calcularon los promedios de intensidad lumínica que recibió cada punto de la cuadrícula. Cabe hacer énfasis en que se seleccionaron cuatro intervalos de longitudes de onda y que corresponden a:
1) Luz Total. Longitudes de onda de 180 a 800 nm 2) Luz fotosintéticamente activa (PAR). Longitudes de onda de 450 a750 nm 3) Luz azul. De 450 a 495 nm 4) Luz verde. De 495–570 nm
Con ayuda del progama Surfer 8 (software de contorno y visualización 3D que funciona en Microsoft Windows y que convierte los datos en contorno, superficie, vector, imágen y mapas), se generaron 4 mapas de superficie (que corresponden a los rangos seleccionados) para cada fuente de iluminación empleada: Actinica-Luz blanca(1:1), HQI, PcoPL(LC)
Posteriormente empleando este mismo programa se generó una sub-cuadricula de 420 puntos la cual se sobrepuso a cada mapa de superficie (Fig 8.). De esta forma el programa estimó una intensidad para cada punto, tomando como referencia las 34 intensidades (puntos) registrados originalmente.
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Fig. 8 Esquema de un mapa lumínico de 420 puntos generados por el programa Surfer.
El registro fotográfico de la ubicación de cada fragmento en los tanques empleados en cada experimento permitió establecer la posición de cada organismo en esta sub-cuadrícula y a partir de ahí conocer la intensidad de luz que recibió cada fragmento en cada una de los rangos seleccionados.
6.2.6 Registro del crecimiento
El registro del crecimiento de los fragmentos (experimento 3) se llevó a cabo a través de fotografías que semanalmente se tomaban a cada ejemplar. Con el fin de no extraer a los organismos del agua y evitar el estrés, el nivel del agua del tanque se disminuía a la mitad.
~ 34~
Todas las fotografías fueron tomadas a una distancia entre dos y tres centímetros entre el ocular y el fragmento de coral. Junto al ejemplar siempre se colocó una escala milimétrica de 5 cm (regla de referencia). De la misma forma siempre se procuró fotografiar el ID (código de identificación) junto a cada fragmento.
Una vez tomadas las fotografías, estas se transferían a la computadora en un formato de 8 bit para ser analizadas mediante el programa Imagen J (programado en Java desarrollado en el National Institutes of Health). Este programa calcula el área y las estadísticas de valor de píxel de selecciones definidas por el usuario para lo cual la referencia milimétrica sirvió como escala para el cálculo del diámetro (Fig. 9)
Fig 9. Medición del diámetro de un ejemplar de R. florida con el programa Imagen J.
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6.3 Análisis estadístico de los datos
Para el caso del análisis estadístico, se utilizaron las pruebas no paramétricas para analizar el número de días que tardaron los fragmentos en adherirse,el número de días que tardaron en regenerar la boca y el número de días en cicatrizar la totalidad del cuerpo (contabilización de días). En el caso en el que se contaba con tres variables explicativas se utilizaba la prueba no paramétrica de Kruskall-Walis( ya que es una prueba empleada cuando el modelo experimental contiene más de dos muestras independientes) y Mann-Whitney para el caso de dos variables explicativas (cuadro 7).
La sobrevivencia del experimento 1 y 2 fue analizada mediante una regresión logística que utilizó el espectro VERDE como variable contínua explicativa, y el tipo de sustrato como factor categórico con tres niveles (concha, roca viva y grava). La sobrevivencia del experimento 3 fue analizada mediante una regresión logística, tomando a la intensidad de luz de longitud de onda PAR como única variable explicativa.
Diferencias en el diámetro final fueron analizadas mediante una regresión lineal, utilizando la intensidad de luz de longitud de onda verde. No se usó el tipo de lámpara como factor categórico en el análisis del experimento 3, por la fuerte colinealidad que la intensidad de luz y el tipo de lámpara presentaron (anexo 3). La decisión entre utilizar la intensidad de la longitud de onda verde o el espectro PAR dependió de la fuerza de la correlación (correlación de Pearson) que la variable de respuesta crecimiento presentó en cada caso (anexo 2). Estos tres últimos análisis se realizaron utilizando modelos lineales generalizados (Zuur et al., 2007).
En el anexo 1 se presenta el resúmen del análisis exploratorio de los datos, tomando en cuenta el tipo de variable de respuesta, la distribución de la variable de respuesta, la relación entre las medias y la dispersión que permitieron determinar el tipo de análisis estadístico que se empleó en el presente trabajo.
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Cuadro 7. Evaluación de los resultados
Variable de respuesta Experimento Variables explicativas Análisis estadístico Tiempo de adhesión al sustrato 1 y 2 3 tipos de sustrato (roca viva, grava y concha); 1 tipo Kruskall - Walis (días) de luz , Actínica- blanca (1:1). 3 tipos de luz (Actinica- blanca (1:1), PcoPL o LC y 2 y 3 HQI), 1 sustrato (roca viva) Kruskall- Walis
Tiempo de regeneración de la 2 2 tipos de sustratos (roca viva y concha); 1tipo de luz Mann - Whitney boca (días) (Actinica- blanca (1:1). 2 y 3 3 tipos de luz (Actinica- blanca (1:1), PcoPL( LC) y Kruskall- Walis HQI) : 1 sustrato (roca viva),
Tiempo de cicatrización (días) 3 2 tipos de luz (PcoPL (LC) y HQI); 1 sustrato (roca Mann - Whitney viva)
Sobrevivencia 1 y 2 Longitud de onda verde, 3 tipos de sustrato (roca viva, grava y concha), 1 tipo de luz (Actinica- blanca Regresión logística (1:1).
3 Longitud de onda PAR, 2 tipos de luz (PcoPL( LC) y Regresión logística HQI), 1 sustrato (roca viva) Crecimiento (cm) 3 Longitud de onda verde, 2 tipos de luz (PcoPL (LC) Regresión lineal y HQI)
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7.- Resultados
Los resultados fueron analizados a partir de 106 organimos colectados en la localidad de Mahahual, Quintana Roo. 8, 18 y 80 organismos se emplearon para el experimento 1, 2 y 3 respectivamente.
7. 1.- Parámetros fisicoquímicos
La temperatura media del agua del sistema empleado para el mantenimiento de los fragmentos de R. florida fue de 26.5 ± 0.75°C en tanto que la salinidad presentó una media general de 35.3± 1.1 ups en los tres experimentos (Cuadro 8). De la misma forma se registraron los valores de pH en 8.0, nitritos 0-0.1 mg/L, nitratos 1 mg/L, amonio 0.05 mg/L, fosfato 0.05 g/L y calcio 420 ppm, los cuales se mantuvieron constantes en cada uno de los experimentos.
Cuadro 8. Registro de los parámetros temperatura y salinidad en los tres experimentos
Experimento 1 Experimento 2 Experimento 3 Temperatura 26.5 ± 0.76 26.5 ± 0.74 26.5 ± 0.75 Salinidad 35.3 ± 1.2 35.3 ± 1.1 35.3 ± 1.0
7.2.- Mapas de superficie
En el Cuadro 9 se presentan los valores de intensidad lumínica para los tres tipos de lámparas en cada uno de los intervalos de onda de luz que fueron utilizados.
En el anexo 4 se presentan los mapas de la intensidad de luz que la combinación de luz del tipo Actínica y Blanca (10,000 °K) (proporcion 1:1) fue emitida en el acuario en el cual se colocaron los fragmentos de R. florida durante los experimentos 1 y 2. En los Anexos 5 y 6 se muestran los mapas de intensidad de luz de las lámparas HQI y PcoPL(LC) empleadas en el experimento 3.
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Cuadro 9. Intervalos de intensidades mínimas y máximas de los 3 tipos de lámparas empleadas en el estudio.
Lámpara intervalos de onda Intensidad lumínica Intensidad lumínica de luz mínima. máxima. (lux) (lux) 50/50 TOTAL 5 437 6 721 PAR 10 311 13 614 AZUL 15 607 20 084 VERDE 7 315 9 474 HQI TOTAL 6 119 35 094 PAR 11 114 65 374 AZUL 12 685 65 535 VERDE 14 299 65 535 PcoPL o LC TOTAL 4 866 13 765 PAR 10 289 23 757 AZUL 14 413 35 385 VERDE 7 575 28 786
7.3 Día de adhesión al sustrato
La adhesión al sustrato fue evaluada mediante la prueba no paramétrica de Kruskall Wallis, tomando como variables independientes a cada tipo de sustrato empleado (grava, roca viva y concha) y como variable dependiente a la combinación de las luces Actínica – Blanca (1:1).
La prueba estadística aplicada a los datos registrados en los experimentos 1 y 2 no mostró diferencias significativas (p= 0.5195) en cuanto al día en que los fragmentos de R. florida se adhirieron a los diferentes sustratos empleados. El tiempo promedio de adhesion fue de 11.9 ± 0.82, 14 ± 1.3 y de 8.75 ± 0.5 días para los sustratos de grava, concha y roca viva, respectivamente.
Sin embargo, la prueba no paramétrica de Kruskall Walis mostró diferencias significativas (p <0.001) en cuanto al día en que los fragmentos de R. florida se adhirieron a la roca viva, dependiendo del tipo de lámpara que fue usada como fuente lumínica (experimentos 2 y 3;). El
~ 39~ tiempo promedio de 5.88 ± 1.31 días y 6.17 ± 1.27 días fué significativamente menor a los 11 ± 0.82 días para las lámparas PcoPL(LC), HQI y actínica- blanca1:1, respectivamente.
De acuerdo con estos resultados la condición lumínica fue preponderante, mientras que los fragmentos estuvieron con la luz de lámparas PcoPL o LC y HQI, la roca viva tuvo un buen desempeño como sustrato de adhesión.
7. 4 Día de regeneración de la boca
La prueba estadística de Mann –Whitney aplicada al tiempo que tardó en llevarse a cabo la regeneración de la boca de los fragmentos de R. florida (experimento 2), no mostró diferencias significativas (p= 0.90) en cuanto a la cantidad de tiempo (días), independientemente del sustrato en que el habían sido colocados bajo la misma fuente lumínica (luz Actínica – Blanca (1:1). El tiempo registrado para los tratamientos fué de 12.25 ± 0.5 y de 7 ± 0.5 días en el caso de los fragmentos colocados en concha y en roca viva respectivamente.
Por otro lado, la prueba estadística de Kruskal Wallis llevada a cabo para comparar el tiempo en que los fragmentos de R. florida de los experimentos 2 y 3 regeneraron la estructura bucal sí dependió del tipo de lámpara utilizada pues se registraron diferencias significativas entre los tratamientos (valor de p= 0.001 ). El tiempo registrado de 2.5 ± 0.4, y 3.2 ± 0.5 días en el caso de los fragmentos colocados en lámpara PcoPL(LC) y HQI respectivamente, fué significativamente menor a los 7 ± 0.5 días que les tomaron a los fragmentos colocados en la combinación de lámparas Actínica – Blanca( 1:1) regenerar la estructura bucal.
7.5 Día de cicatrización (experimento 3)
El tiempo de cicatrización, fue tomado como el número de días en el cual el organismo cerraba por completo el cuerpo, es decir, volvía a adquirir la forma común de estos organismos en el medio natural. Este resultado fue evaluado únicamente para el experimento 3.
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No se presentaron diferencias significativas (p= 0.63) en cuanto al tiempo en que los fragmentos de R. florida colocados bajo los dos tipos de lámparas empleados (LC y HQI) en el sustrato de roca viva completaron la cicatrización del cuerpo. El tiempo registrado para ambos tratamientos fue de 2.6 ± 0.45 y de 3.4 ± 1.6 días en el caso de los fragmentos colocados en lámpara PcoPL o LC y en HQI, respectivamente.
Al final del período experimental, se observó que en los fragmetos colocados en la lámpara HQI, que lograron cicatrizar, no lo hicieron en la forma original, es decir, se presentaban formas irregulares, contrario a las formas típicas circulares de los ejemplares de esta especie, además de que la boca en muchos de los casos era poco visible y se encontraba cubierta por los pólipos, a diferencia de los fragmentos colocados en la lámpara PcoPL o LC en los cuales normalmente la boca regenerada se encontraba visible, elevada y rodeada por los pólipos.
7. 6 Sobrevivencia
El 70 % de los organismos en el experimento 2 que fueron cortados por simetría transversal sobrevivieron y todos regeneraron la estructura de la boca. En contraste, ningún organismo que sobrevivió al corte asimétrico transversal regeneró la estructura bucal (Fig. 10). Asimismo, se registró que tras el corte asimétrico transversal, aún cuando los fragmentos lograban adherirse y cicatrizar, estos no crecían y tiempo después morían. Observaciones realizadas en el experimento 3, en el que sólo se llevó a cabo el corte simétrico transversal, mostraban que una vez que cada mitad de esta estructura cicatrizaba, tenía la capacidad de recuperar su función al cabo de una semana.
~ 41~
80 70% 70 60 50 40 30% 30 20 10 0 corte simetrico transversal corte asimetrico transversal
porcentajes de sobrevivencia
Fig. 10 Sobrevivencia de los fragmentos de R. florida en función del tipo de corte efectuado.
Para los experimentos 1 y 2 se planteó evaluar la sobrevivencia a partir de una regresión logística. Cabe resaltar que en estos dos primeros experimentos se contaba con un número reducido de ejemplares (ocho organismos completos para un total de 16 fragmentos para el experimento 1 y 18 organismos a partir de los cuales se utilizaron solamente 24 fragmentos para el experimento 2). De los 16 fragmentos del experimento 1, al cabo de tres semanas sobrevivieron 9. En tanto que en el experimento 2 al cabo de siete semanas sobrevivieron 10 fragmentos.
Los resultados de sobrevivencia de estos experimentos fueron evaluados a través de la variable explicativa longitud de onda verde, ya que fué la variable que presentó menor correlación (r = -0.3)(Anexo 2). La sobrevivencia de R. florida durante los experimentos 1 y 2 no fué explicada ni por la intensidad de la luz de longitud de onda verde, ni por el factor sustrato (p =
~ 42~
0.78). Solo se pudo obtener un promedio de sobrevivencia de todos los fragmentos de coral con un valor promedio de 47.5 ± 0.5 %.
Para el experimento 3 se contaba con un número grande de organismos experimentales. 80 especímenes de R. florida fueron fragmentados y distribuídos aleatoriamente entre los tratamientos como se describió en la metodología. La alta densidad inicial de organismos en cada nivel del sistema (80 por tratamiento), colocados muy juntos entre ellos, en un mismo sistema de recirculación (la misma agua era empleada al mismo tiempo para todos los tratamientos), posiblemente terminó generando una reacción en cadena y aquéllos fragmentos colocados bajo el tratamiento de luz PcoPL o LC se vieron sometidos al estrés provocado por la presencia de una gran cantidad de mucus en los organismos que se colocaron bajo la luz HQI y esto generó que estos organismos también comenzaran a secretarlo. Al 5º día del experimento, el 100 % de los organismos colocados en el sustrato plástico (plastic plug) murieron como consecuencia de este evento en ambos tratamientos (HQI y LC).
De 58 organismos colocados en roca viva en el tratamiento (HQI), 17 sobrevivieron en ese momento, sin embargo a lo largo del experimento se siguió registrando una mortalidad paulatina y al cabo de las 8 semanas que duró el experimento solo 12 fragmentos se encontraban vivos y a partir de este número fue evaluada la sobrevivencia. El análisis de los resultados se llevo a cabo a partir de 28 fragmentos que sobrevivieron en el sustrato de roca viva.
Los resultados de sobrevivencia de estos experimentos fueron evaluados a través de la variable explicativa longitud del espectro PAR con un coeficiente de Pearson (r = -0.06)(Anexo 3). Estos mostraron que la sobrevivencia no estuvo en función de la intensidad de luz del espectro PAR (p = 0.91). Dado que hay una fuerte colinealidad entre la intensidad de luz PAR y el tipo de lámpara, se puede decir que no hubo diferencias significativas en la sobrevivencia de R. florida bajo los dos tipos de lámparas (PcoPL(LC) y HQI). Y sólo se pudo analizar el promedio de sobrevivencia que para este experimento fue de 17.5 %.
~ 43~
7. 7 Diámetro final
El diámetro al término del período experimental del experimento 3 fué evaluado en función de la variable explicativa contínua representada por la longitud de onda verde (495–570 nm), ya que con éste componente se obtuvo el mayor valor de correlación (r = -0.6)(Anexo 3). Los resultados de la regresión lineal aplicada mostraron que el diámetro final sí está explicado por la intensidad de la longitud de onda verde recibida (p < 0.001). Cabe hacer mención de que los fragmentos que sobrevivieron y a partir de los cuales se evaluó el crecimiento final del tratamiento de la lámpara PcoPL o LC, se encontraban dentro del rango de luz óptima recomendada, en ambas longitudes de onda (azul y verde), es decir, bajo una intensidad lumínica entre 10 619 y 25 868 y crecieron significativamente más que los colocados bajo luz HQI, a una iluminación entre 48 399 y 66 557 lux (de igual forma, en ambas longitudes de onda, azul y verde)(Fig. 11). El modelo de regresión lineal está dado por:
Diámetro (cm) = 2.22 + (-8.46) intensidad λverde (lux); s = 0.23; g.l. = 25; R2 = 0.39
2.5
2
observados
(Cm) 1.5 modelo lineal
1
crecimeinto decrecimeinto los fragemtnnos 0 20000 40000 60000 80000 intensidad de luz (lux)
Fig 11. Regresión lineal aplicada al crecimiento final de los fragmentos de R. florida.
Los fragmentos colocados en el tipo de luz PcoPL (LC) lograron alcanzar una talla promedio de 2.02 ± 0.38 cm en las ocho semanas que duró el experimento 3, mientras que el diámetro final de los fragmentos colocados en el tipo de lámpara HQI fué de 1.70 ± 0.19 cm. Del total
~ 44~ de los fragmentos que fueron colocados en este último tipo de lámpara, solo dos lograron llegar a la talla comercial (Fig. 12).
a) 1.55cm b) 1.51cm
c) 2. 13cm d) 2.28cm
Fig. 12 Ejemplares propagados de R. florida a y b) luz HQI; c y d) luz PcoPL (LC)
~ 45~
8.- DISCUSIÓN
En el medio marino, los estudios de propagación de corales han sido útiles para entender procesos de fragmentación de estos organismos, así como, sus procesos ecológicos y biológicos (Tunnicliffe, 1981, Highsmith, 1982, Lirman, 2000, Calfo, 2001, Paletta, 2006). Estos estudios permiten replicar, hasta cierto límite, las condiciones de variabilidad física y química del ambiente natural (Calfo, 2001; Delbeek, 2001), permitiendo manipular las condiciones biológicas para poner a prueba hipótesis sobre los factores bióticos que afectan la sobrevivencia de los fragmentos.
Los parámetros de vital importancia que deben ser estrechamente monitoreados durante trabajos de propagación y cultivo de corales son: la temperatura, salinidad, pH, dureza, calcio, nitritos, nitratos, amonio y fosfato. Se sabe que estos parámetros son factores limitantes en el medio marino y como tales pueden modular la sobrevivencia de la especies (Delbeek y Sprung, 1994).
En cada uno de los experimentos del presente trabajo, los valores registrados de los factores fisicoquímicos del agua fueron muy similares a aquellos reportados como óptimos por otros autores (Delbeek y Sprung, 1994). Por lo anterior, se puede decir que los factores fisicoquímicos del agua no tuvieron un efecto determinante en la sobrevivencia y crecimiento de los fragmentos de R. florida y fueron controlados adecuadamente en el sistema experimental empleado.
El sistema experimental que se utilizó en el presente trabajo, mantiene una baja columna de agua, con lo cual es fácil mantener el control del flujo. Esto facilitó un intercambio permanente del agua y la eliminación de la materia orgánica suspendida. Asimismo, permitió reducir al máximo las perturbaciones sobre los organismos que resultan de los recambios periódicos de agua y la limpieza manual de los estanques. El empleo de tres niveles en un mismo sistema de recirculación, facilitó que se pudieran replicar y controlar las condiciones fisicoquímicas, las cuales se mantuvieron similares en los tres experimentos.
~ 46~
Las causas que explican que el corte simétrico transversal en los fragmentos de R. florida la estimulan a regenerar su estructura en un corto período de tiempo, están relacionadas con la biología de la especie (Den Hartog, 1980). En este sentido Calfo (2001) menciona la importancia de llevar a cabo el corte por en medio del disco oral (boca); el autor señala que este proceso estimula a los fragmentos a crecer en dos pólipos completamente separados, los cuales tienen la capacidad de regenerar cada uno su propia estructural bucal.
Por otro lado, Highmith (1982) señala que la reproducción asexual por fragmentación en corales es posible puesto que en determinadas circunstancias también se estimula la regeneración de su estructura. Sin embargo, en el caso de los fragmentos de esta especie en los cuales se llevo a cabo el corte asimétrico transversal, en donde se excluyó por completo el tejido bucal, se impidió con ello la regeneración de esta estructura. De esta forma, la alimentación complementaria se restringe y el fragmento se ve limitado a sobrevivir únicamente a partir de la relación simbiótica que presenta con las zooxantelas y su función fotosintética. Con esto, no solo dificulta su crecimiento, sino que se limita además su sobrevivencia.
Otro de los factores primordiales para la exitosa propagación de fragmentos de corales es el sustrato. Algunos reportes sostienen que este debe ser similar a aquél en el cual originalmente se encontraban adheridos los organismos en el medio natural (Calfo, 2001; Ocaña et al., 2007). Uno de los sustratos naturales más comunes en el caso de R. florida son los fondos rocosos o restos de corales muertos (Ocaña et al., 2007).
Sin embargo, en la actividad de la acuarofilia, comúnmente se busca emplear materiales tanto naturales como artificiales que simplifiquen la actividad, minimícen la propagación de enfermedades (por la introducción de parásitos en el sistema, por ejemplo) y reduzcan el costo, buscando que los sustratos faciliten la adaptación, promuevan tanto la regeneración de los tejidos como el crecimiento y la sobrevivencia de los fragmentos (Calfo, 2001).
Los aficionados a la acuarofilia comúnmente emplean para la propagación de los corales en general, es decir, duros o blandos, diferentes tipos de sustratos tales como: conchas, roca (comunmente conocida como roca viva), grava (fina o roja), materiales de plástico, arena,
~ 47~ coral muerto, aragonita de diversos tipos, entre otros (Calfo, 2001). En el presente trabajo se seleccionaron cuatro tipos de sustratos que son empleados comúnmente para la propagación de corales los cuales iban cambiando en cada experimento dependiendo de los resultados que se fueron presentando.
De acuerdo con los resultados, la condicion lumínica fue preponderante. Mientras los fragmentos estuvieron colocados bajo las lámparas PcoPL o LC y HQI, la combinacion del sustrato roca viva y estos tipos de luz minimizan el tiempo de ahesión del fragmento al sustrato. De la misma forma, el tiempo que tomó a los fragmentos regenerar la estructura bucal, señalan que el efecto conjunto de sustrato y luz minimiza el tiempo que tarda este proceso.
Los resultados obtenidos en el presente trabajo, señalan que el tiempo de adhesión al sustrato y el tiempo de regeneración de la boca se vieron favorecidos, teniendo a la roca viva como sustrato. La superficie porosa de la roca viva facilitó la adhesión de los fragmentos, cosa que no ocurrió cuando se emplearon otros tipos de sustratos tales como la grava y el sustrato plástico (plastic plug).
El tiempo de cicatrización, no mostró diferencias significativas entre ellos. Cabe señalar que considerando los resultados con respecto al tiempo de adhesión y de regeneración de la boca registrados en los experimentos 1 y 2, es factible que el tiempo de cicatrización se viera también disminuído si se hubiese empleado una condición lumínica de luz Actínica-Blanca (1:1) debido a la baja intensidad que recibieron los fragmentos con este tipo de iluminación.
En este sentido, se señala que, el empleo de roca viva preparada artificialmente puede ser una alternativa viable en sistemas de propagación y cultivo siempre y cuando la roca se encuentre debidamente curada y madurada (Robles et al., 2009). De esta forma se asegura que microorganimos, principalmente bacterias nitrificantes se adhieran. La actividad de estas bacterias ayuda a eliminar compuestos de nitrógeno derivados de la alimentación y de los desechos de los organismos (Calfo, 2001; Yuen et al., 2009). Yuen et al. (2009) mencionan que mantener roca viva en los acuarios garantiza su buen funcionamiento, ya que actúa como
~ 48~ filtro biológico, promoviendo la reducción de compuestos nitrogenados ayudando a mantener una buena calidad del agua de cultivo.
En el caso de la grava, es probable que la superficie del material no resultara adecuada en términos de porosidad, puesto que a los fragmentos les tomó más tiempo adherirse. Observaciones hechas durante el experimento en el cual se empleó este sustrato, indicaban que los fragmentos adheridos en ocasiones se desprendían para después volverse a adherir. Otra desventaja de este sustrato tiene que ver con su composición ya que, aunque parece una roca dura y resistente, al estar en contacto con el agua se disuelve lentamente lo cual puede llegar a modificar las características químicas del agua, específicamente el pH (Calfo, 2001) por lo cual a la luz de los resultados del presente trabajo, el uso de grava, no se recomienda para la propagación y el cultivo de este coral blando. Sustratos plásticos como el empleado en el presente trabajo son utilizados principalmente para la propagación de fragmentos de corales duros, los fragmentos de R. florida no llegaron a adherirse, además es un tipo de sustrato que por su forma, acumulaba sedimento y/o mucus mas facilmente sobre los fragmentos.
Para la sobrevivencia, los resultados de la regresión logística no mostraron diferencias significativas entre los tratamientos, es decir, no hubo diferencias en cuanto a la sobrevivencia de los fragmentos independientemente del sustrato. Por los resultados obtenidos se puede señalar que independientemente del sustrato empleado en combinación con este tipo de luz no presenta un efecto en la sobrevivencia de los fragmentos.
Con respecto al crecimiento, la regresión lineal sí mostró diferencias significativas entre los tipos de lámparas, mostrando que el diámetro final sí esta explicado por la intensidad lumínica de onda verde en la lámpara PcoPL o LC, y esto se vio reflejado en los tiempos para alcanzar una talla comercial, determinando que al cabo de dos meses de cultivo, aquellos organismos que se mantuvieron bajo el tratamiento de roca viva - lámpara PcoPL o LC alcanzaron una talla de 2.02 ± 0.38 cm la cual es la talla mínima de comercialización de ejemplares de esta especie (Tom, 2011). En contraste, los organismos colocados bajo el tratamiento roca viva – lámpara HQI alcanzaron una talla promedio de 1.70 ± 0.19 cm en el mismo período.
~ 49~
Paz y Reyes (2006) señalan la importancia de la calidad y la cantidad de luz para la sobrevivencia de los corales puesto que, ha sido demostrado que el carbono que es fijado fotosintéticamente, es trasladado desde las zooxantelas hasta el hospedero y puede llegar a aportar hasta un 100 % de la energía diaria necesaria para llevar a cabo diferentes procesos metabólicos, entre los cuales está la recuperación de heridas que en el medio natural pueden llegarse a presentar. Si el coral no dispone de energía suficiente, el proceso de regeneración de los tejidos cercanos a la herida se ve fuertemente afectado, teniendo una consecuencia eventual en la sobrevivencia de los organismos.
Se ha reportado que los corales tienen respuestas inmediatas, a mediano y largo plazo cuando son expuestos a altas intensidades de luz así como a deficiencia en esta condición. Las respuestas inmediatas se manifiestan cuando los corales contraen o expanden sus tentáculos y otros tejidos. De esta forma incrementan o disminuyen la superficie de captura de luz y una deficiencia de luz (calidad y/o cantidad) hace que las zooxantelas trabajen con un rendimiento mínimo, por lo que no proveen de forma eficiente de nutrientes al coral (Levy et al., 2003; 2006).
Durante las respuestas de mediano plazo (días o semanas), las zooxantelas pueden cambiar su pigmentación, tanto en concentración como en composición. En este sentido el coral se puede adaptar en cosa de pocos días a altas o bajas intensidades de luz y al cambio en la composición de ésta (azul versus roja) (Osigna et al., 2008).
Durante el desarrollo del presente trabajo de investigación, los mapas de superficie generados y empleados fueron de gran utilidad, pues permitieron conocer la cantidad de luz emitida por cada lámpara y aquella recibida por cada fragmento en los cuatro diferentes rangos de longitudes de onda seleccionados. A partir de dichos mapas se pudo obtener, no sólo los registros de luz recibida promedio, sino aquellos recibidos por cada fragmento en los distintos experimentos. Dichos registros permitieron establecer que la condición lumínica que más cercana estuvo de lo recomendado fue aquella registrada entre los rangos de longitud de onda verde y azul de la lámpara PcoPL o LC (de 14 299 a 35 385 lux en la longitud de onda azul y
~ 50~ de 7 575 a 28 786 lux en la longitud de onda verde). Esta luz es la que se acercó más a la intensidad recomendada para esta especie (15 000 a 30 000 lux) (Strohmeyer, 2011).
Se tiene conocimiento de que la luz emitida por lámparas PcoPL o LC son un tipo de iluminación más brillante que las lámparas fluorescentes comunes y mucho más compactas en tamaño, permitiendo mayores wattages y luz más intensa en lugares más pequeños / superficies más pequeñas (Strohmeyer, 2011). El conocimiento transmitido a través de aficionados al acuarismo deriva en que con este tipo de lámpara se incrementa el color, se beneficia el crecimiento e incrementa la sobrevivencia de corales blandos, siempre y cuando sean colocados en sistemas de cultivo cuya profundidad no exceda los 40 cm.
En el caso del experimento 3, el exceso de luz que los fragmentos recibieron se vio reflejado en la condición general de aquellos fragmentos colocados en el sistema iluminado por la lámpara HQI, los cuales fueron perdiendo paulatinamente su coloración original. A lo largo del experimento los organismos presentaron cada vez menor tonalidad en los pólipos, aunado al hecho de que normalmente se mantenían contraídos y comúnmente secretaban moco, lo cual muy posiblemente fué la respuesta más evidente de los fragmentos ante el estrés generado por la excesiva cantidad de luz a la que estaban expuestos, como se ha observado en recientes investigaciones en las cuales se señala que al ser sometidos a un estrés térmico y/o lumínico, los corales generan grandes concentraciones de toxinas libres (Garcia, 2004). Cabe hacer mención que los organismos que sobrevivieron al final de este experimento se encontraron bajo una intensidad mayor a 38 100 lux.
Ahora bien, los registros hechos principalmente en cuanto a la intensidad lumínica generada en los rangos verde y azul, señalan que la intensidad lumínica proporcionada por la combinación de luz Blanca y Actínica (en la proporción empleada de 1:1) principalmente en el caso de la longitud de onda verde se encontraron por debajo de lo recomendado para la especie (7 315 a 9 474 lux).
De esta forma, derivado de los resultados registrados y las observaciones hechas en el presente trabajo se puede decir que, el sustrato y el tipo de corte adecuado en combinación con una
~ 51~
óptima iluminación, garantizan las condiciones adecuadas para la propagación de corales blandos como es el caso de R. florida.
9.- CONCLUSIONES
Los resultados obetnidos, confirman que el tiempo de adhesión al sustrato, tiempo de regeneración de la estructura bucal y la cicatrización del cuerpo son favorecidos cuando se encuentran bajo intensidades de luz entre 15 000 y 30 000 lux (principalmente dentro de los rangos de longitud de onda verde y azul), empleando roca viva artificial como sustrato y llevando a cabo el tipo de corte simétrico transversal del organismo.Cabe resaltar que la intensidad lumínica mas cercana a aquella recomendada se presentó en la lámpara PcoPL (LC) bajo las condiciones experimentales del presente trabajo de investigación.
El crecimiento de los fragmentos se vío favorecido cuando se utilizaba la lámpara de PcoPL (LC), ya que la la lámpara HQI causa efectos deletéreos en la sobrevivencia y el crecimiento de los fragmentos.
10.- RECOMENDACIONES
Aún cuando se llevaron a cabo análisis estadísticos no paramétricos para la evaluación de los resultados, éstos pueden ser tomados en cuenta básicamente como tendencias. Para los experimentos 1 y 2 se contaba con un número reducido de organismos a partir de los cuales se llevó a cabo la técnica de propagación. El experimento 3 inició con un número de organismos mayor, sin embargo, la alta mortalidad registrada durante los primeros días, redujo la N considerablemente por lo cual de la misma forma, los resultados fueron analizados a partir de pruebas estadísticas no paramétricas (tiempos de adhesión, regeneración de boca y cicatrización).
Aún cuando tres de las respuestas evaluadas (tiempo de adhesión al sustrato, de regeneración de la boca y cicatrización) en los fragmentos colocados en la lámpara HQI fueron
~ 52~ estadísticamente similares a las registradas para los fragmentos colocados bajo la iluminación derivada de la lampara PcoPL o LC, tanto el crecimiento como las observaciones realizadas diariamente a lo largo del experimento 3, indicaron que el uso de la lámpara HQI va en detrimento de la técnica para la propagación de esta especie en las condiciones experimentales empleadas en el presente estudio.
Sin embargo, el uso de lámparas con alta luminosidad como lo es la lámpara HQI se podría recomendar para la propagación de esta especie siempre y cuando se mantenga una columa de agua mayor a la empleda en el presente trabajo. En varios foros de acuacultura se señala que R. florida no soporta intensidadades mayores a 35 000 lux en profundidades menores a los 40 cm.
Por otro lado, la profundidad de la columna de agua (20 cm) y la distancia a la cual se colocó la fuente lumínica PcoPL (LC) sobre los corales fragmentados (para un total de 38 cm) permitió que los organismos recibieran aproximadamente la intensidad de luz recomendada y por ende alcanzar la talla comercial requerida así como mantener una coloración lo suficientemente atractiva para el mercado.
Por otro lado, en estas mismas condiciones de profundidad y distancia de fuente lumínica, la combinación de lámparas del tipo Actínica-Blanca (1:1) fueron sub-óptimas. En este caso, se registraron rangos principalmente en la longitud de onda verde de entre 7575 y 28 786 lux. Los fragmentos presentaron un retraso signficativo en cuanto al tiempo de adhesión al sustrato y la regeneración de la boca, además de que la coloración observada en estos organismos también se vio afectada.
La importancia de los estudios de propagación de corales marinos, como el llevado a cabo en el presente trabajo, permite establecer las condiciones de cultivo de estos organismos y establece las bases para experimentos futuros relacionados al cultivo de corales. Sin embargo, futuras investigaciones deberán llevarse a cabo necesariamente incrementando el número de organismos experimentales, con el fin de que las herramientas estadísticas aplicadas, sean a partir de datos más robustos y que los resultados sean más concluyentes.
~ 53~
ANEXOS
Anexo 1.- Análisis exploratorio de las variables de respuesta.
Variable de Tipo de variable Tipo de Escala de Distribución de la Relación Colinealidad Análisis respuesta de respuesta Variables medición variable de entre medida (correlación explicativas respuesta de tendencia entre central y variables dispersión explicativas) Día de Aproximadamente Tipos de Intervalo Aproximadamente No hay No aplica Prueba de adhesión al contínua sustrato contínua, no patrones Kruskall sustrato: (categórica: normal (gráfica X-Y) Wallis (más número de días 2 o 3 (histograma) de 2 niveles) completos que niveles) tardó cada Tipo de luz fragmento en categórica: adherirse al 2 o 3 niveles sustrato
Día de Aproximadamente Tipos de Intervalo Aproximadamente No hay No aplica Prueba de regeneración contínua sustrato contínua, no patrones Mann- de la boca: (categórica: normal (gráfica X-Y) Whitney (dos número de días 2 o 3 (histograma) niveles) o completos que niveles) Kruskall tardó cada Tipo de luz Wallis (más fragmento en (categórica: de dos regenerar la 2 o 3 niveles) boca niveles)
Día de Aproximadamente Tipos de Intervalo Aproximadamente No hay No aplica Prueba de cicatrización: continua sustrato contínua, no patrones Mann- número de días (categórica: normal (gráfica X-Y) Whitney (dos completos que 2 o 3 (histograma) niveles) tardó cada niveles)
~ 54~ fragmento en Tipo de luz cicatrizar. (categórica: 2 o 3 niveles)
Sobrevivencia Binomial Longitud de Categórica Binominal No aplica De existir, fué Regresión individual onda de luz (dos (histograma) identificada logística (contínua) categorías) mediante: pair (bivariada ó Tipo de luz plots, r de múltiple) ((categórica: Pearson altas, 2 o 3 ya fuesen niveles). negativa o Tipo de positiva sustrato: (categórica: 2 o 3 niveles)
Crecimiento Contínua Longitud de Razón Normal No hay De existir, fue Regresión onda de luz (histograma) patrones identificada lineal (contínua) (gráfica X-Y, mediante: pair bivariada Tipo de luz diagrama de plots, r de ((categórica: caja y Pearson altas, 2 o 3 gráficas de ya fuesen niveles). dispersión) negativa o positiva
~ 55~
Anexo 2.- Colinealidad de las variables explicativas (PAR, total, verde y azul) , donde la variable PAR fue la que presentó menor colinealidad, para el experimetno 1 y 2.
5000 20000 35000 10000 40000 0.8
SV
0.4
0.0 35000
-0.06 tot
20000 5000
-0.03 - 0. 008
0.5 PAR 40000 10000
- 0. 02
40000 0.9 0.6 VERDE
10000 50000
- 0. 008 0.9 0.6 1.0 AZUL 20000 0.0 0.4 0.8 10000 40000 20000 50000
~ 56~
Anexo 3.- Colinealidad para descartar las variables explicativas que presenten mayor colinealidad. (PAR, total, y azul).experimento 3.
10000 25000 10000 40000 20000 50000 2.2
diamf 1.8 1.4
25000 -0.4 tot 10000
-0.4 0.5 PAR 50000 20000
VERDE
40000 -0.6 0.8 0.7
10000 4.8
logVERDE
-0.6 0.8 0.7 1.0 4.4 4.0
50000 -0.6 0.8 0.7 1.0 1.0 AZUL 20000 1.4 1.8 2.2 20000 50000 4.0 4.4 4.8
~ 57~
Anexo 4.- Mapas de superficie de Intensidad de luz ( lux) a partir de la combinación de luz Actínica azul y blanca(1:1) (10,000 K).
5 5
4 4
3 3
2 2
1 1
0 0 0 1 2 3 4 5 6 7 0 1 2 3 4 5 6 7 PAR TOTAL
5 5
4 4
3 3
2 2
1 1
0 0 0 1 2 3 4 5 6 7 0 1 2 3 4 5 6 7 AZUL VERDE
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Anexo 5.- Mapas de intensidad de luz ( lux) de la lámpara HQI ( experimento 3).
5 5
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2 2
1 1
0 0 0 1 2 3 4 5 6 7 0 1 2 3 4 5 6 7 PAR TOTAL
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3 3
2 2
1 1
0 0 0 1 2 3 4 5 6 7 0 1 2 3 4 5 6 7 AZUL VERDE
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Anexo 6.- Mapas de intensidades de luz ( lux) para la lámpara del tipo PcoPL (LC) (experimento 3).
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11. - Referencias
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