Analyse De La Variabilité Saisonnière De La Diversité Fonctionnelle Et De La
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Analyse de la variabilité saisonnière de la diversité fonctionnelle et de la dynamique des traits liés à l’activité trophique de la microméiofaune dans un biofilm d’eau douce M. Wagner To cite this version: M. Wagner. Analyse de la variabilité saisonnière de la diversité fonctionnelle et de la dynamique des traits liés à l’activité trophique de la microméiofaune dans un biofilm d’eau douce. Sciences de l’environnement. 2018. hal-02607685 HAL Id: hal-02607685 https://hal.inrae.fr/hal-02607685 Submitted on 16 May 2020 HAL is a multi-disciplinary open access L’archive ouverte pluridisciplinaire HAL, est archive for the deposit and dissemination of sci- destinée au dépôt et à la diffusion de documents entific research documents, whether they are pub- scientifiques de niveau recherche, publiés ou non, lished or not. 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PREMIERE ANNEE Référente universitaire Alexandrine Pannard Période de stage : du 3 avril au 31 juillet 2018 Soutenu à Rennes le : 13 juin 2018 INTRODUCTION En écologie, le lien entre réseau trophique et diversité reste une question fondamentale souvent mise en relation avec la structure des communautés biologiques (Paine, 1966), voire de la structure de l’écosystème. Martin et al. (2016) ont montré, par exemple, que la diversité des poissons de rivière a une influence sur les propriétés de leur habitat. Dans le contexte des structures biologiques et du contrôle bottom-up ou top-down, Hillebrand (2002) a observé que, dans le biofilm, l’effet top-down entraîne une réponse plus immédiate que l’effet bottom-up, les deux contrôles existant mutuellement. Le biofilm est un écosystème benthique complexe dans lequel s’assemblent des cellules et leurs sécrétions extracellulaires sur les substrats solides (galets, bois, plantes) comme les surfaces meubles (sable, vase) des cours d’eaux. Ils sont essentiellement composés de microalgues (principalement de diatomées, de chlorophycées et de cyanobactéries), d’une micro-méiofaune diversifiée associée (protozoaires, petits métazoaires), de larves aquatiques de divers macroinvertébrés (Chironomidae …) ainsi que de bactéries et de leurs exsudats (Kanavillil and Kurissery 2013). A la base du fonctionnement des écosystèmes aquatiques en termes de production primaire et de recyclage des nutriments, sa structuration en « forêt miniature » en fait un refuge idéal où interagissent de nombreuses espèces de différents règnes. Le biofilm est ainsi un microécosystème idéal pour l’étude des interactions trophiques (Zhang et al., 2012; Yang et al., 2016; Canter et al., 2018). Les consommateurs primaires des biofilms d’eau douce font partie de la microméiofaune (échelle de taille : 20µm – 2mm) et concernent entre autres des taxons comme les protozoaires (ciliés, thécamœbiens, amibes, héliozoaires), les rotifères et les oligochètes. Les organismes de la microméiofaune sont des acteurs majeurs de la boucle microbienne dans les milieux aquatiques. Les protistes, par exemple, exercent un lien essentiel entre le pico- et nano-plancton et les niveaux trophiques supérieurs, en particulier dans des environnements comme les eaux océaniques oligotrophes où la production primaire est effectuée par des organismes trop petits pour que de plus grands métazoaires puissent les consommer (Sherr & Sherr, 1988). Ce rôle clé de transfert de flux d’énergie a déjà fait l’objet de plusieurs études soulignant le lien qu’ils forment entre les bactéries, cyanobactéries, microalgues et la macrofaune dans divers milieux aquatiques (Azam et al., 1983; Caron & Goldman, 1988; Sanders & Wickham, 1993; Finlay & Esteban, 1998; Lischke et al., 2016) dont le biofilm (Elwood & Nelson, 1972; Yang et al., 2016). Mialet et al. (2013) ont ainsi montré que les rotifères bdelloides peuvent ingérer une fraction substantielle (jusqu’à 28%) de la biomasse 1 cyanobactérienne du biofilm, en mettant en évidence leur comportement trophique hautement sélectif. La dynamique de population de la microméiofaune varie selon la composition en producteurs primaires du biofilm (Kathol et al., 2011) et selon des contraintes abiotiques liées aux cycles saisonniers (Sanders & Wickham, 1993) qui en modifient la structure et le fonctionnement (Battin et al., 2016). De par leur cycle de vie plus long que celui de leurs proies, ces consommateurs primaires sont plus sensibles aux changements environnementaux (Petchey et al., 1999). En dépit de son potentiel en bioindication (Jiang et al., 2011; Wu et al., 2016), la microméiofaune a longtemps été négligée et peu de données existent aujourd’hui sur la fluctuation de ces populations, notamment temporelles (Neury-Ormanni et al., 2016). Cette étude s’inscrit ainsi dans l’exploration des variations saisonnières de la diversité bioécologique au sein des communautés de la microméiofaune en relation avec leur activité trophique. L’étude de la diversité des organismes se fait traditionnellement à partir de leur taxonomie même si cela peut s’avérer problématique (Bortolus, 2008). Pour s’affranchir des limites inhérentes à la taxonomie, on peut aborder la question par l’étude de la morphologie (Stanca et al., 2013; Zhao et al., 2016) ou encore par l’étude des traits fonctionnels (Villéger et al., 2008; Gravel et al., 2016). L’écologie fonctionnelle est par exemple utilisée pour l’étude des protozoaires de milieux aquatiques divers (Pratt & Cairns, 1985; Zhang et al., 2012; Xu et al., 2014; Weisse et al., 2016; Yang et al., 2016; Weisse, 2017; Zhong et al., 2017; Xu et al., 2018). Néanmoins , les approches d’écologie fonctionnelles portent plus communément sur d’autres organismes plus grands et plus facilement identifiables avec des traits mieux connus comme les macroinvertébrés (Cummins & Klug, 1979). Dans le cadre de cette étude, les communautés de biofilms d’un lac hypereutrophe ont ainsi été observées et analysées avec une approche fonctionnelle afin de : (1) établir des guildes fonctionnelles comme Mitra et al. (2016) l’ont, eux, fait sur la base de la mixotrophie des protistes planctoniques, (2) résumer la composition en guildes et/ou traits fonctionnels des communautés selon les saisons, (3) résumer la dynamique de mesures de diversité fonctionnelle, (4) établir si les variations des traits fonctionnels sont bien dépendantes (directement ou indirectement) de caractéristiques abiotiques liées à la saisonnalité (température, luminosité, etc.). 2 MATERIEL ET METHODES Echantillonnage Les données ont été recueillies par Julie Neury-Ormanni et Jacky Vedrenne (Irstea, données non publiées) selon le protocole décrit ci-dessous. Des lames de verre (au total 24 lames, de dimensions : 27,5x8 cm) disposées parallèlement dans des cagettes ont été colonisées par le biofilm dans un lac hypereutrophe sans pesticide (Neury-Ormanni, données non publiées) en Gironde (France, coordonnées GPS : 44°46'30.0"N 0°41'44.4"W) à une profondeur fixe de 15-20 cm. Des échantillonnages ont été réalisés aux jours 7, 14, 21 et 28 de la colonisation du biofilm par la collection aléatoire de trois lames. Ces manipulations ont été répétées pour deux saisons : hiver (Février 2017) et printemps (Avril 2017). Mise en forme des données 1. Liste des espèces par échantillonnage : Matrice L A chaque échantillonnage, l’identification et le comptage des organismes ont été faits à l’aide d’un microscope optique droit Leica DMLS à contraste de phase. Les organismes identifiés – grâce à des ouvrages de référence et des sites internet de taxonomie – ont été admis comme faisant partie de quatre phyla principaux : des ciliés, des rotifères, des amiboïdes1 et des oligochètes. Pour l’analyse, seuls les taxons présentant une abondance relative supérieure à 0,7% lors des échantillonnages ont été conservés soit 35 taxons (Tableau 1). La matrice L décrit l’abondance des taxons par relevé et concerne au total 24 relevés (3 lames collectées pour 4 stades de colonisation et cela sur 2 saisons) et 35 taxons. Tableau 1. Liste des 35 espèces retenues pour les matrices L et R. Taxon Phylum Code Taxon Phylum Code Actinophrys sol Hacrobia ACTSOL Histiobalantium natans Ciliophora HISTNAT Amoeba leningradensis Amoebozoa AMOLEN Keratella sp Rotifera KERSPP Arcella discoides Amoebozoa ARCDIS Lecane lunaris Rotifera LECLUN Arcella gibosa Amoebozoa ARCGIB Lecane stokesii Rotifera LECTSO Aspidisca cicada Ciliophora ASPCIC Litonotus lamella Ciliophora LITLAM Brachionus quadridentatus Rotifera BRAQUA Nais sp Oligochaeta NAISPP Campanella umbellaria Ciliophora CAMUMB Notommata oculifera Rotifera NOTOCU Centropyxis aculeata Amoebozoa CENACU Polychaos dubium Amoebozoa POLDUB Centropyxis aerophila Amoebozoa CENAER Pristina sp Oligochaeta PRISPP Cephalodella forficata Rotifera CEPFOR Quadrulella variabilis Amoebozoa QUAVAR Cinetochilum margaritaceum Ciliophora CINMAR Rotaria rotatoria Rotifera ROTROT Codonella cratera Ciliophora CODCRA Saccamoeba limax Amoebozoa SACLIM Coleps hirtus Ciliophora COLHIR Sphaerastrum fockei Heliozoa SPHOC Collotheca ornata Rotifera