Criadero De Postlarvas De Pectínidos De Interés Comercial En El Caribe Colombiano

Criadero de Postlarvas de Pectínidos de Interés Comercial en el Caribe colombiano.

Item Type Book/Monograph/Conference Proceedings

Authors Gómez León, Javier; Castellanos-Romero, Claudia; Acosta Ortiz, Ernesto; Carreño Hernández, Katerine; Arias Ávila, Edgar; Virgüez Serrato, María Fernanda; Santos Acevedo, Marisol

Publisher Instituto de Investigaciones Marinas y Costeras - INVEMAR

Download date 01/10/2021 10:38:11

Link to Item http://hdl.handle.net/1834/8272 CRIADERO DE POSTLARVAS DE PECTÍNIDOS DE INTERÉS COMERCIAL EN EL CARIBE COLOMBIANO Instituto de Investigaciones Marinas y Costeras José Benito Vives De Andréis – INVEMAR Vinculado al Ministerio de Ambiente, Vivienda y Desarrollo Territorial Cerro Punta Betín, Santa Marta, DTCH PBX (+57) (+5) 4380808 Fax (5) 4380801 A. A. 1016 www.invemar.org.co

Edición General Javier Gómez-León Coordinador Línea BIM

Autores Javier Gómez-León, Claudia Castellanos Romero, Ernesto Director General Acosta Ortiz, Katerine Carreño Hernández, Edgard Arias Ávila, Francisco Armando Arias Isaza María Fernanda Virgüez Serrato y Marisol Santos Acevedo

Subdirector Coordinación de Investigaciones (SCI) Esta publicación es producto del proyecto “Optimización de la producción de postlarvas del ostión Nodipecten nodosus y la Jesús Antonio Garay Tinoco conchuela Argopecten nucleus en el Caribe colombiano” código 2105-09-17982 y fue preparada por el Grupo de Bioprospección Subdirector Recursos y Apoyo Marina y publicada por el Instituto de Investigaciones Marinas a la Investigación (SRAI) y Costeras "José Benito Vives De Andréis" (INVEMAR) con el apoyo financiero de COLCIENCIAS, HIDROCULTIVOS Carlos Augusto Pinilla González DE LA COSTA LTDA, ASOPLAM y con fondos del INVEMAR provenientes del proyecto del Banco de Proyectos de Inversión Coordinador Programa de Nacional (BPIN). Biodiversidad y Ecosistemas Marinos (BEM) Revisión Editorial David Alonso Carvajal Luisa Fernanda Santiago Nieto, Coordinadora de Divulgación

Coordinadora Programa Foto Portada Tanques de larvicultura, producción de microalgas, larva Calidad Ambiental Marina (CAM) umbonada de Argopecten nucleus, postlarva de Nodipepcten Luisa Fernanda Espinosa Díaz nodosus, semilla de A. nucleus fijada en bolsas cebolleras, semilla de pectínidos producida en criadero y juveniles de A. nucleus y Coordinadora Programa N. nodosus. Geociencias Marinas y Costeras (GEO) Tomadas por: Ernesto Acosta Ortiz, Katerine Carreño Georgina Guzmán Ospitia Hernández, Claudia Castellanos Romero y Javier Gómez-León. Archivo INVEMAR Coordinadora Programa Diseño y diagramación Investigación para la Gestión Marina y Costera (GEZ) Ediprint Ltda. (Carlos González / John Khatib) Paula Cristina Sierra Correa Impresión Coordinador Programa Alianza Ediprint Ltda.-Guerra Editores Valoración y Aprovechamiento de Recursos (VAR) Mario E. Rueda Hernández Derechos Reservados conforme a la ley, los textos pueden ser reproducidos total o parcialmente citando la fuente. Coordinador Servicios Científicos (CSC) Cítese como: Javier Gómez-León, Claudia Castellanos Romero, Ernesto Oscar David Solano Plazas Acosta Ortiz, Katerine Carreño Hernández, Edgard Arias Ávi- la, María Fernanda Virgüez Serrato y Marisol Santos Acevedo. Santa Marta, 2009 Criadero de Postlarvas de Pectínidos de Interés Comercial en el Caribe colombiano Serie de Publicaciones Generales Nº 28. Santa Marta, 60 Pág. ISBN: 978-958-8448-08-4 Palabras Claves: pectínidos, microalgas, maduración, desove, metamorfosis, desarrollo larval, larvas, postlarvas, asentamiento larval, enfermedades. CONTENIDO PRESENTACIÓN 4 AGRADECIMIENTOS 5 INTRODUCCIÓN 5 ESPECIES DE INTERÉS EN EL CARIBE COLOMBIANO 7 Biología 7 • Argopecten nucleus 8 • Nodipecten nodosus 8 UBICACIÓN DEL ÁREA Y DISEÑO DE UN CRIADERO DE BIVALVOS MARINOS 9 Captación y suministro de agua de mar 10 Sistema de filtración 11 Sistema de enfriamiento 13 Sistema de aireación 14 Instalaciones 14 CULTIVO DE MICROALGAS 16 Especies de microalgas cultivadas 17 Medios de cultivo 18 Filtración y esterilización del agua de mar para el cultivo de microalgas 19 Obtención de cepas microalgales 20 Producción de alimento 21 Control del crecimiento 23 ACONDICIONAMIENTO DE REPRODUCTORES 25 Selección y traslado de organismos 25 Maduración 27 DESOVE Y FERTILIZACIÓN 29 Tipos de estímulos 30 • Físico 30 • Químico 31 Obtención de gametos 31 Fertilización 33 Desarrollo embrionario 34 LARVICULTURA 36 Tipos de tanques 36 Estadíos larvales 36 Manejo 37 Recambio de agua 37 Alimentación 38 Control del crecimiento y supervivencia 39 Asentamiento y Metamorfosis 40 Estímulos de fijación 41 Sustratos adecuados para el asentamiento larval 41 Recambio de agua 42 Alimentación 43 Traslado de postlarvas al mar 44 CAUSAS DE MORTALIDAD Y MECANISMOS DE PREVENCIÓN 49 Organismos patógenos para larvas de bivalvos marinos 49 Mecanismos de prevención 50 GLOSARIO 53 BIBLIOGRAFÍA 56 PRESENTACIÓN En los últimos años ha aumentado la prioridad de aprovechar en forma sostenible los ecosistemas y su diversidad biológica, permitiendo al mismo tiempo la conservación de los recursos naturales y el bienestar social y económico de la población. La falta de conciencia de realizar este aprovechamiento en forma razonable, es reflejada en la sobreexplotación del recurso por parte de los pescadores artesanales e industriales, quienes han recurrido a prácticas de pesca que desequilibran el ambiente. Una forma para evitar la disminución del recurso marino es promoviendo el cultivo de organismos, convirtiéndose igualmente en una alternativa de producción. Sin embargo, este cambio cultural de la pesca hacia la acuicultura es un proceso a largo plazo que requiere el apoyo de diferentes sectores. Como un aporte a esta tarea, el INVEMAR ha generado el conocimiento fundamental sobre la factibilidad biológica y tecnológica del cultivo en campo de varias especies de bivalvos marinos; como la Madre Perla, Ostión y la Conchuela, luego realizó la transferencia y validación del proceso a través de un estudio piloto que involucró a la Asociación de Pescadores de Playa del Muerto (ASOPLAM) Entidad que agrupa a una comunidad de pescadores artesanales en la región de Santa Marta y a la Comunidad Wayúu en Bahía Portete; sin embargo, la oferta de semilla del medio natural no garan- tiza una actividad de cultivo rentable para las comunidades pesqueras y empresas dedi- cadas a la maricultura, siendo necesario fortalecerla con la producción masiva de postlarvas en criadero. Precisamente, la escasa producción de semilla natural de pectínidos fue una de las principales razones que motivaron al INVEMAR a realizar el proyecto: “Optimización de la producción de postlarvas del ostión Nodipecten nodosus y la conchuela Argopecten nucleus en el Caribe colombiano” con el apoyo financiero de COLCIENCIAS, HIDROCULTIVOS DE LA COSTA LTDA, ASOPLAM y con fondos del INVEMAR provenientes del proyecto del Banco de Proyectos de Inversión Nacional (BPIN). Este manual no pretende ser un tratado científico sobre el tema, sino proporcionar al lector una visión práctica de los recursos que se necesitan así como los detalles de cómo manejar y gestionar las distintas etapas de la vida de 2 especies de pectínidos dentro del ciclo productivo de un criadero. En el ámbito de acción, INVEMAR, contribuye a la difusión del conocimiento y transferencia de tecnología del cultivo de bivalvos marinos a la comunidad en busca de alternativas sustentables compatibles con la identidad, la cultura y en armonía con nuestro ambiente biodiverso.

FRANCISCO ARMANDO ARIAS ISAZA DIRECTOR GENERAL INVEMAR

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AGRADECIMIENTOS

Al Departamento Administrativo de Ciencia Tecnología e Innovación –COLCIEN- CIAS, al Instituto de Investigaciones Marinas y Costeras “José Benito Vives De Andréis” – INVEMAR, a la Empresa HIDROCULTIVOS DE LA COSTA LTDA y a la Asociación de Pescadores de Playa del Muerto –ASOPLAM por financiar el proyecto “Optimización de la producción de postlarvas del ostión Nodipecten nodosus y la conchuela Argopecten nucleus en el Caribe colombiano”. También, a todo el personal de Aquatec e Hidrocultivos DE LA COSTA LTDA, principalmente a Edgard Arias Ávila y María Fernanda Virgüez Serrato por toda su cola- boración, apoyo y aportes claves en las actividades del criadero.

INTRODUCCIÓN

La creciente demanda de alimentos de origen marino sumado a la disminución de los stocks naturales debido a la sobreexplotación por parte de las pesquerías, hace más evidente la necesidad de buscar opciones que permitan aumentar la producción de los organismos objeto de interés. Ante este panorama la acua- cultura se muestra como una de las alternativas más viables para satisfacer esta demanda, proteger y recuperar las poblaciones y constituirse en una fuente de recursos y empleos. La contribución de la acuicultura al suministro mundial de alimento ha pasado de un millón de toneladas (t) equivalente a 3,9% entre los años de 1950 y 1970 a 51,7 millones equivalentes al 36% para el año 2006, con un valor de $ USD 78.800. Después de los peces, los moluscos son el grupo de mayor explotación, contribuyendo con el 27% de la producción total (14,1 millones de t) (FAO, 2008). En este grupo sobresalen los bivalvos pectínidos, también denominados, vieiras, ostiones, coquilles o scallops; cuya producción actual es de alrededor de 1.977.000 t, siendo China el mayor productor con cerca del 82% de la producción total mundial, seguido por Japón y Chile (Sturla y Velasco, 2009). Para lograr un proceso de producción rentable, la industria dedicada al cultivo de pectínidos requiere grandes cantidades de postlarvas (semillas), que garanticen el mayor número de ciclos de producción al año. Hay dos fuentes de obtención de postlarvas: 1. Semilla colectada del medio natural, cuya produc- ción generalmente presenta uno o dos picos altos y de poca duración al año, CRIADERO DE POSTLARVAS DE PECTÍNIDOS DE INTERÉS COMERCIAL EN EL CARIBE COLOMBIANO y el resto del tiempo una obtención de postlarvas baja y poco predecible, y 2. Semilla proveniente de criaderos o laboratorios, los cuales producen de manera controlada semillas de las especies de interés. Estos criaderos tienen la capacidad de producir grandes cantidades de semilla de alta calidad durante casi todo el año. La producción de postlarvas de pectínidos en criaderos es una industria reciente en Suramérica, con gran potencial de desarrollo debido a la presencia de muchas especies de interés comercial y extensas áreas adecuadas para la realización de cultivos. Un ejemplo claro es Chile que presenta la mayor produc- ción de postlarvas en Suramérica y está posicionado en el tercer lugar en el mundo en la producción de pectínidos, otro país productor en América latina es Perú; países como Brasil, Colombia, Ecuador y Venezuela están avanzados en la fase de experimentación. La producción de postlarvas en laboratorio implica varias etapas, iniciando con la selección del área para el funcionamiento del laboratorio, la producción de alimento vivo para el mantenimiento de reproductores, larvas y postlarvas, el proceso de reproducción, que incluye el acondicionamiento y maduración de los reproductores etapa que puede variar entre 1 y 3 meses dependiendo de la especie, seguido de la inducción al desove, fertilización, cultivo larval, metamorfosis, asentamiento y cultivo postlarvario. La duración del ciclo de cultivo larval hasta la obtención de semilla puede variar entre 30 y 45 días, antes de que las semillas sean trasladadas al mar para su levante y engorde. El aumento de la producción de pectínidos en Colombia requerirá el abas- tecimiento de semilla fiable y abundante. La recolección de semilla en las poblaciones naturales seguirá siendo importante pero es limitada y la mayor parte del suministro para establecer un cultivo a escala comercial provendrá de los criaderos. En este manual se describen las características básicas para la instalación y funcionamiento de un criadero o laboratorio dedicado a la producción de postlarvas de dos pectínidos nativos del Caribe colombiano, como herramientas de apoyo a los grupos del sector productivo interesados en aplicarla. La infor- mación que se presenta a continuación fue obtenida del proyecto “Optimiza- ción de la producción de postlarvas del ostión Nodipecten nodosus y la conchuela Argopecten nucleus en el Caribe colombiano” código 2105-09-17982 financiado por COLCIENCIAS, INVEMAR, HIDROCULTIVOS de la Costa LTDA y ASOPLAM.

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ESPECIES DE INTERÉS EN EL CARIBE COLOMBIANO

Los pectínidos pertenecen al Phyllum Mollusca, Clase Bivalvia, Familia Pectinidae y las especies cultivadas a nivel experimental en nuestro país son Nodipecten nodosus y Argopecten nucleus, que se caracterizan por poseer dos valvas ornamentadas con costillas radiales y un par de aurículas en su margen dorsal.

Biología Los pectínidos son especies hermafroditas funcionales, con fecundación externa capaces de producir en el mismo individuo gametos masculinos y femeninos, los cuales se encuentran en la gónada, un órgano independiente y fácilmente distinguible al abrir las valvas del organismo; la porción masculina de la gónada es color crema y la femenina naranja; poseen también un músculo aductor fuerte que mantiene las valvas cerradas (figura 1).

Aurícula Esófago A B Ventrículo Palpo labial Boca Pie t Músculo Surco del biso b de cierre Testículo Músculo Conducto ma rápido intestinal t Ano m Tentáculos Ovario o Ojos Branquias Manto

Figura 1. Partes blandas de un pectínido (A): ovario (o), testículo (t), branquias (b), músculo aductor (ma), manto (m) y anatomía interna (B). Tomado de Helm et al., 2006. CRIADERO DE POSTLARVAS DE PECTÍNIDOS DE INTERÉS COMERCIAL EN EL CARIBE COLOMBIANO • Argopecten nucleus Presenta valvas iguales y convexas; tiene coloración variable, usualmente blanco con manchas rojizas y marrones o anaran- jadas. Es de tamaño pequeño, alcanzando un máximo de 5 cm de longitud. Las poblaciones naturales son de baja densidad y se encuentran en fondos arenosos, pastos marinos y en cercanía a zonas arrecifales, desde aguas someras hasta 50 m de profundidad. Se distribuye desde el sureste de Florida, en el mar Caribe y hasta Surinam (Díaz y Puyana, 1994).

• Nodipecten nodosus Es la especie de mayor tamaño entre los representantes de esta familia en el Caribe, con un tamaño entre 12 y 14 cm; su concha es grande, pesada y convexa, las costillas radiales presentan protuberancias nodosas, siendo más conspicuas en juveniles; tiene una coloración naranja a rojo marrón o vino tinto. Se encuentra distribuida en el Atlántico occidental, donde el clima es tropical, desde Carolina del Norte, hasta Brasil y la isla Ascensión en el Océano Atlántico medio. Habita en aguas moderadamente profundas, entre 10 y 100 m y se encuentra frecuentemente en fondos arenosos con sustratos duros (Díaz y Puyana, 1994; Lodeiros et al., 1998).

A B

Figura 2. Argopecten nucleus (A) y Nodipecten nodosus (B).

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UBICACIÓN DEL ÁREA Y DISEÑO DE UN CRIADERO DE BIVALVOS MARINOS

Después de la elección de las especies que se van a cultivar, el paso a seguir es la identificación del lugar para la instala- ción del criadero. La primera condición que debe cumplir es ser una zona en donde naturalmente existan los organismos que se van a criar. Además, se deben evitar las zonas cercanas a vertederos industriales y fecales.

Consideraciones generales a tener en cuenta: a) El criadero debe estar ubicado lo más cerca posible del nivel del mar para reducir los costos de instalación y bombeo. b) Variables fisicoquímicas: salinidad (32-35), temperatura (26-28°C), pH (entre 6 y 9), clorofila, sólidos en suspensión etc. c) Determinar los aportes de agua dulce y escorrentía de la zona para evitar conta- minación de fertilizantes, plaguicidas, etc. Se deben evitar las zonas cercanas a vertederos industriales y fecales. d) Por bioseguridad evitar la proximidad a otros proyectos acuícolas. e) Características geográficas y climáticas: naturaleza del terreno y sus alrededores. f) Vías de comunicación: carreteras, autopistas y accesos a los principales centros de distribución y comercialización.

Otras características, no tan importantes desde el punto de vista biológico, pero si fundamentales son las legisla- tivas, técnicas, medioambientales y sociales; como son evitar espacios protegidos, zonas ambientalmente sensibles, no impedir otros desarrollos industriales que puedan ser prio- CRIADERO DE POSTLARVAS DE PECTÍNIDOS DE INTERÉS COMERCIAL EN EL CARIBE COLOMBIANO ritarios para la comunidad, no alterar costumbres o tradi- ciones ancestrales, no afectar la vida normal y habitual de los vecinos. Adicionalmente, en algunos lugares existe una normativa oficial que regula el vertido de efluentes de los criaderos, que hay que estudiar antes de construirlo y en el caso de que exista una reglamentación al respecto, debe cumplirse. No existe un diseño único para los criaderos de bivalvos estos varían según las necesidades del cultivador. Hay criaderos pequeños que producen semilla para sus propias actividades de cultivo y engorde de bivalvos y otros son más grandes y se dedican solo a la producción de semilla para la venta. La instalación de un criadero se puede dividir en dos áreas principales; 1. Húmeda: estación de bombeo, reservorios, tanques de cultivo de microalgas y larvas, canales de drenaje, etc y 2. Seca: laboratorio, bodegas, oficinas, etc.

Captación y suministro de agua de mar La tubería instalada para captar el agua para el funcionamiento del criadero debe estar sumergida en el mar a una profundidad de 10 a 20 m (figura 3A); se recomienda colocar un sistema de filtración en la succión, para evitar la entrada de organismos incrustantes. La capacidad de la bomba de succión y el diámetro de la tubería usada se calcula de acuerdo con la estimación del consumo de agua de mar que tendría el criadero trabajando a su máxima capacidad (figura 3B). Es ideal bombear diariamente el agua hacia el criadero y utilizarla el mismo día.

A B

Figura 3. Toma de agua (A) y bomba de succión (B).

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Sistema de filtración El agua tomada del mar pasa primero a través de un filtro mecánico de arena de 40 µm (figura 4A) donde se retiene la mayor parte de las partículas suspendidas mayores a este diámetro. La arena de este filtro se debe cambiar una vez al mes para conservar sus características filtrantes. Posterior- mente, el agua de mar es conducida a un filtro de piscina de 20 µm, cuyo lecho filtrante es arena y después a los filtros de cartucho de 5 µm (figura 4B). La capacidad de los filtros depende del volumen de agua con que se va a trabajar.

A B

Figura 4. Filtro mecánico de arena 40 µm (A) y filtro de piscina 20 µm (flecha) y de cartucho de 5 µm (recuadro) (B).

Dada la fragilidad de los organismos en los estadios larvales y cultivos de cepas puras de microalgas, el tratamiento del agua de mar requiere primero de un proceso de filtración más cuidadoso, utilizando una serie de filtros de 1,0, 0,45 y 0,22 µm buscando retirar del agua la mayor cantidad posible de materia orgánica particulada. La segunda etapa del tratamiento del agua consiste en la eliminación de los microorganismos nocivos, lo cual se logra instalando una lámpara ultra violeta (UV) al final del sistema de filtración, antes de distribuirla a los tanques de cultivo y sala de microalgas CRIADERO DE POSTLARVAS DE PECTÍNIDOS DE INTERÉS COMERCIAL EN EL CARIBE COLOMBIANO (figura 5). En forma opcional son usados químicos como hipoclorito de sodio (cloro), que se añade al agua en pequeñas dosis, y debe ser extraído del agua en su totalidad, dejándola en reposo para ser utilizada al día siguiente, previa compro- bación que se encuentra libre de residuos de este reactivo. En zonas donde hay presencia de metales pesados, una manera de mejorar la calidad del agua es tratándola con 1 mg/l de EDTA (sal disódica) y 20 mg/l de metasilicato sódico y airearla vigorosamente durante 24 horas, antes de disponerla en los tanques de larvicultura.

1,0 µm 0,45 µm 0,22 µm

Figura 5. Sistema de calidad del agua. Filtros de cartucho, sistema luz ultra violeta UV (flecha) usados en el criadero de pectínidos (INVEMAR-HIDROCULTIVOS DE LA COSTA LTDA).

Las tuberías no deben ser tóxicas, normalmente se usan de PVC y el diámetro depende de los requerimientos de agua, deben estar bien aseguradas y a suficiente altura para no

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interferir con el tránsito del personal y materiales dentro del criadero. Los puntos de toma de agua deben estar accesibles para las operaciones de limpieza y recambios. Para facilitar la limpieza periódica de las redes de tuberías es importante contar con uniones roscadas, de tal forma que la tubería pueda desmontarse con facilidad in situ para realizar una desinfección a fondo.

Sistema de enfriamiento Uno de los factores ambientales determinantes en el desarrollo de los pectínidos es la temperatura del agua, por lo cual deber ser controlada en todas las etapas del cultivo; en el Caribe colombiano es preciso mantener la temperatura entre los 20 y 25°C, con ayuda de un equipo de enfriamiento (“chiller”) especialmente durante el segundo semestre del año, cuando la temperatura del agua alcanza valores cercanos a los 30°C. Este equipo posee un intercambiador de calor cons- truido en titanio, material que no libera sustancias tóxicas en el agua de mar y donde se realiza la transferencia de calor (figura 6).

Figura 6. “Chiller” usado para el enfriamiento del agua. Intercambiador de calor (recuadro). Las flechas indican la dirección del flujo de agua. CRIADERO DE POSTLARVAS DE PECTÍNIDOS DE INTERÉS COMERCIAL EN EL CARIBE COLOMBIANO Sistema de aireación El aporte de oxígeno al laboratorio se logra con ayuda de un “blower” o compresor de baja presión, cuya función es comprimir el aire atmosférico y enviarlo a mayor presión por una red de tuberías distribuidas en el laboratorio (figura 7), garantizando un suministro constante de aire en los tanques de cultivo larval, la sala de cultivo microalgal, el área de mantenimiento de reproductores y demás zonas que lo requieran. Aportando no solo oxígeno al agua sino produ- ciendo un movimiento de circulación tanto en los tanques de larvas como en el cultivo algal que mejora las condiciones del mismo. En estos sistemas es muy frecuente la utilización en las tuberías de filtros de hasta 0,22 µm para reducir los posibles contaminantes transportados por el aire.

F igur a 7. Equipo de airea- ción “blower”.

Instalaciones Las instalaciones de un criadero están compuestas por diferentes áreas estratégicamente distribuidas para desarrollar labores más fácilmente y evitar contaminación del sistema. Estas áreas están interconectadas y se pueden dividir en dos: 1. Área húmeda: compuesta por las salas de cultivo de microalgas, la de acondicionamiento y desove de reproductores, la de larvicultura, la zona de cuarentena y de reservorios y 2. Área seca: conformada por oficinas, la sala de máquinas y la bodega (figura 8).

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Figura 8. Criadero de pectínidos INVEMAR-HIDROCULTIVOS de la Costa LTDA ubicado en Punta Canoa (Bolívar). Vista del criadero (A) y plano general del criadero diseñado para la pro- ducción de pectínidos (B).

En la figura 9 se observa la distribución externa de la tubería de los sistemas de bombeo, filtración, enfriamiento (“chiller”) y tanques reservorios del criadero de pectínidos (INVEMAR-HIDROCULTIVOS DE LA COSTA LTDA). CRIADERO DE POSTLARVAS DE PECTÍNIDOS DE INTERÉS COMERCIAL EN EL CARIBE COLOMBIANO CULTIVO DE MICROALGAS

Las microalgas constituyen el alimento principal de los pectí- nidos en todos los estadios de desarrollo, por tal razón el criadero debe tener la capacidad de producirlas en forma masiva, siendo esta actividad importante dentro de todo el proceso de producción de postlarvas. El área de microalgas se divide en dos salas: 1. Cepario y cultivo intermedio: esta sala debe mantenerse aislada del resto para evitar contaminación, se manejan volúmenes de 20 ml a 4 l con temperatura controlada; la transferencia de inóculos

Figura 9. Vista externa de la distri- bución del sistema del agua de mar: bombeo y filtra- ción usados en el criadero de pectí- nidos

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debe hacerse de forma estéril. Está dotada de una red para inyección de aire comprimido con un sistema de filtros; las conexiones eléctricas de las luces deben ser protegidas para evitar el contacto con el agua de mar y 2. Sala de cultivo masivo, con las mismas características de la sala anterior pero se trabaja con volúmenes mayores (20 l).

Especies de microalgas cultivadas Las especies de microalgas a elegir para alimentar las larvas y postlarvas de pectínidos deben tener un crecimiento rápido, alcanzar elevadas concentraciones, ser de alta digestibilidad y poseer una composición de lípidos, carbohidratos y proteínas balanceadas acorde a las necesidades de la especie que se quiere alimentar. Las especies de microalgas más usadas en los criaderos se encuentran algunas diatomeas Chaetoceros calcitrans, Chaetoceros muelleri y Thalassiosira pseudonana y también algunas flageladas como Isochrysis galbana, Pavlova lutheri y Tretaselmis chuii (figura 10). La selección del medio de cultivo es el primer paso y el más importante para el éxito de un cultivo microalgal. Por lo general un medio de cultivo debe tener tres componentes principales: 1. Macronutrientes: tales como carbono, nitrógeno, azufre, fósforo, silicio y potasio que se requieren en grandes cantidades; 2. Micro- nutrientes: como hierro, manganeso, cobre, zinc, sodio, molib- deno, cloro y cobalto que se necesitan en pequeñas cantidades y 3. Vitaminas: como la biotina y la cianocobalmina las cuales no pueden ser sintetizadas por las microalgas.

A B Figura 10. Mi- croalgas usadas como alimen- to en el criadero de pectínidos IN- VEMAR-HIDRO- CULTIVOS de la Costa LTDA. Iso- chrysis galbana (A) y Chaetoceros calcitrans (B). CRIADERO DE POSTLARVAS DE PECTÍNIDOS DE INTERÉS COMERCIAL EN EL CARIBE COLOMBIANO Medios de cultivo El número de medios de cultivo descritos en la literatura es quizás tan elevado como el número de investigadores que se han dedicado al estudio de las microalgas. En términos generales, se pueden distinguir dos grandes categorías: 1. Los medios químicamente definidos y 2. Los medios de agua de mar enriquecida. Para fines prácticos nos limitaremos a los segundos, que son los utilizados en los cultivos algales. Entre los medios de cultivo de agua de mar enriquecida más comunes esta la serie derivada del medio “F” de Guillard y Ryther (1962), cuya modificación más utilizada es Guillard F/2 por su fácil preparación y bajo costo.

Medio de cultivo de microalgas F/2 Guillard (Tomado de Blanco, 1991) Soluciones de macronutrientes 1 Nitrato de sodio granulado NaNO3 7,5 g/100 ml agua 2 Fosfato de sodio monobásico NaH2PO4 H2O 0,5 g/100 ml agua 3 Silicato de sodio metasoluble Na2SiO3 9H2O 3,0 g/100 ml agua *Los silicatos solo se emplean cuando se van a cultivar diatomeas Soluciones de traza de metales 4 Sulfato cúprico CuSO4 5H2O 0,19 g/50 ml agua 5 Sulfato de zinc ZnSO4 7H2O 1,10 g/50 ml agua 6 Cloruro de cobalto CoCl2 6H2O 0,50 g/50 ml agua 7 Cloruro de manganeso MnCl2 4H2O 9,0 g/50 ml agua 8 Molibdato de sodio Na2MoO4 2H2O 0,31 g/50 ml agua 9 EDTA disódico Na2 EDTA 4,36 g 9 EDTA férrico FeCl3 6H2O 3,15 g 9 Agua destilada hasta 800 ml Dilución: 1 ml de 4 , 5 , 6 , 7 y 8 en la solución 9 y completar hasta 1 l de agua destilada Solución de vitaminas 10 Biotina C10H16N2O3S 1,09 mg/10,5 ml agua 11 Cianocobalamina C63H88CoN14P 1,18 mg/10,5 ml agua

Dilución: 1 ml 10 , 1 ml 11 , 20 mg tiamina (C17H17CIN4OS) hasta 100 ml de agua destilada.

Medio de cultivo: 1 ml de 1 , 1 ml de 2 , 1 ml de 3 , 1 ml de la solución traza de metales y 0,5 ml de la disolución de vitaminas en 1 l de agua de mar filtrada y esterilizada.

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A pesar que la preparación de medios es una labor sencilla y rápida debe hacerse cuidadosamente, para evitar que se contaminen con otras sustancias que alteren sus caracte- rísticas. Se debe tener un stock de soluciones, las cuales son preparadas pesando el compuesto y disolviéndolo en agua destilada; finalmente, estas soluciones son almacenadas en botellas de vidrio herméticamente cerradas y se mantienen refrigeradas.

Filtración y esterilización del agua de mar para el cultivo de microalgas El agua de mar debe tener una salinidad adecuada dependiendo de la microalga a cultivar, la gran mayoría presentan buen crecimiento en salinidades entre 28 y 32, debe ser filtrada a 0,22 µm para eliminar las partículas que estén en suspensión e irradiarla con luz UV para eliminar todos los gérmenes contenidos en el agua. Es importante resaltar que el agua de mar utilizada para las primeras etapas del cultivo algal (volúmenes menores a 4 l) debe someterse adicionalmente a un proceso de esterilización en una autoclave (figura 11) a 121°C por 15 minutos a una presión 15 psi. Los recipientes de vidrio deben ser esterilizados en un horno durante 1 hora a 100°C.

A B

Figura 11. Recipientes con agua de mar (A) y autoclave para esterilizarlos (B). CRIADERO DE POSTLARVAS DE PECTÍNIDOS DE INTERÉS COMERCIAL EN EL CARIBE COLOMBIANO Obtención de cepas microalgales La obtención de la cepa de la especies seleccionadas se realiza por aislamiento del medio natural o solicitándola a un banco de microalgas, entidad dedicada al mantenimiento y colec- ción de las diversas especies de fitoplancton. El aislamiento se efectúa por medio de diluciones y transferencia de pequeñas gotas de la microalga seleccionada y con ayuda de un asa de inoculación se siembra en una placa de agar. Después de 10 días, pequeñas colonias aparecen sobre la superficie, se toma una pequeña muestra y se transfiere a medio líquido. Las cepas pueden mantenerse refrigeradas entre uno y tres meses (figura 12).

B C

Figura 12. Ais- lamiento de microalgas para obtención de cepas (A) y cepas de microalgas con- tenidas en medio de agar Tetraselmis chuii (B) y Chaeto- ceros calcitrans (C) (tomado de Helm et al., 2006).

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Producción de microalgas Para obtener la densidad óptima de microalgas requerida como alimento para los pectínidos es necesario aumentar progresivamente su volumen. Este proceso parte con pequeñas colonias microalgales en agar, las cuales son trans- feridas a tubos de ensayo con agua de mar enriquecida a 20 ml. Cuando se obtiene un crecimiento celular adecuado, se inocula a un frasco de vidrio de 250 ml con agua de mar enriquecida. De esta manera se van transfiriendo secuencial- mente a recipientes con volúmenes de 1, 4 y 30 l, volumen que se emplea para la alimentación de las larvas (figura 13).

Figura 13. Protocolo de producción de microalgas en un criadero de pectínidos. CRIADERO DE POSTLARVAS DE PECTÍNIDOS DE INTERÉS COMERCIAL EN EL CARIBE COLOMBIANO Los volúmenes iniciales del cultivo algal de 10 a 250 ml, no requiere aireación para reducir la entrada de posibles agentes contaminantes; por tal razón tubos y frascos deben ser agitados periódicamente de forma manual para prevenir la sedimentación de las células (figura 14). En todas esas etapas de producción se mantienen temperaturas controladas que oscilan entre los 18 y 22°C e iluminación constante aportada por tubos fluorescentes con una intensidad de 2.500 a 5.000 lux. Cuando se usan tanques de mayor capacidad de 500 l a 20 t, es recomendable sembrar a cielo abierto y hacer uso de la luz natural.

A B

C D

Figura 14. Cultivo de microalgas. Tubos de ensayo de 20 ml (A), frascos de vidrio de 200 ml (B), bolsas plásticas de 1 l (recuadro) y 4 l (C) y botellones de plástico de 20 l (D).

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Control del crecimiento El cultivo de microalgas debe ser examinado rutinariamente para asegurar una condición saludable. La observación al microscopio permite detallar la motilidad y el grado de agregación. Para determinar la calidad y cantidad de células en un cultivo de microalgas existen tres métodos: 1. El más práctico y confiable es a partir del conteo de células dispuestas en un volumen conocido; 2. Mediante la estimación de la biomasa y 3. Menos riguroso, es por simple observación de color y tonalidad (amarillo, verde y parduzco de acuerdo con la especie cultivada) que adquiere el agua en el recipiente de cultivo el cual se inten- sifica a medida que aumenta la densidad celular. El recuento celular se hace en microscopio con ayuda de un hematocitómetro o placa de Neubauer, la cual presenta una retícula grabada, conformada por nueve cuadrantes cada uno con un volumen de 0,1 mm3. Para realizar el recuento celular se toma una pequeña muestra del cultivo microalgal con ayuda de una micropipeta y se coloca en la placa de Neubauer, y se cuentan las células presentes en determinadas áreas de la cuadrícula (figura 15). Para determinar la concentración de microalgas presentes por ml se aplica la siguiente fórmula:

# Células = # de células contadas en la cuadrícula * el factor de dilución * 104

En especies móviles, es recomendable añadir 1 ó 2 gotas de formalina al 10% a una muestra de 10 a 20 ml del cultivo. Otra manera es por recuento automático, mediante un contador electrónico “coulter”, el cual se basa en el recuento de pulsos eléctricos, al pasar un volumen determinado de agua por un orificio y permite conocer el número de partículas que hay en la muestra analizada. Para la cuantificación de la biomasa, el método más usado es el contaje por espectrofotometría, donde se mide la absorción de luz de una longitud de onda generada por la presencia de pigmentos que posee el alga, como clorofila y carotenoides. El cultivo de microalgas debe ser examinado rutinariamente para asegurar una condición saludable; la observa- ción al microscopio permite detallar la motilidad y el grado de agregación. CRIADERO DE POSTLARVAS DE PECTÍNIDOS DE INTERÉS COMERCIAL EN EL CARIBE COLOMBIANO A

C C

1 mm 0,2 0,25

Figura 15. Equipo y elementos usados para el recuento celular de microalgas. Microscopio (A), cámara de Neubauer (B) y área detallada de la cámara (C).

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ACONDICIONAMIENTO DE REPRODUCTORES

Selección y traslado de organismos Los pectínidos presentan ciclos reproductivos diferentes, en este caso, A. nucleus se encuentra maduro sexualmente durante todo el año, mientras que N. nodosus presenta un solo periodo de madurez de aproximadamente cinco meses, generalmente entre noviembre y marzo. En aquellos periodos del año en que los organismos se encuentran sexualmente maduros, son seleccionados de los cultivos en el mar y se les realiza un examen visual del estado morfocromático de la gónada, determinando el grado de madurez en que se encuentran; esta revisión no produce ningún daño al organismo, pues al ser extraídos del agua, generalmente abren las valvas permitiendo la fácil revisión de sus partes internas.

Al momento de realizar la selección y transporte se deben tener en cuenta las siguientes recomendaciones para reducir el estrés de los organismos: a) Trasladar los organismos sin limpiar la concha. b) Mantener los organismos el menor tiempo fuera del agua. c) Reducir el metabolismo de los organismos antes de ser empacados, mediante la dis- minución gradual de la temperatura del agua un grado centígrado cada 10 minutos con hielo envuelto en bolsa plástica hasta llegar a 21±1˚C (figura 16A, B y C). d) La metodología de reducción del metabolismo con descenso de temperatura es recomendable solo para viajes menores a 6 horas. e) Organizar los organismos entre la esponjas en las neveras térmicas, no se deben colocar más de tres niveles de organismos para evitar el sobre peso en el primer nivel (figura 16D). f) Monitorear cada hora la temperatura de la nevera para que se mantenga la temperatura óptima hasta llegar a su destino. CRIADERO DE POSTLARVAS DE PECTÍNIDOS DE INTERÉS COMERCIAL EN EL CARIBE COLOMBIANO En la medida de lo posible debe seleccionarse organismos en estado de madurez III o IV (tabla 1), reduciendo así el tiempo requerido en el laboratorio para madurar de manera óptima sus gametos. Los organismos seleccionados se transportan dentro de una nevera térmica entre esponjas húmedas, mantenidas a una temperatura de 21±1˚C durante un tiempo no mayor a 6 horas (figura 16).

A B C D

Figura 16. Proceso de aclimatación para el transporte de reproductores. Pectínidos a temperatura ambiente (25ºC) (A), adición de hielo en bolsas plásticas (B), temperatura óptima 21ºC (C) y empaque de los animales en nevera térmica entre espumas húmedas con agua de mar a 21ºC (D).

Al llegar al criadero, los organismos son aclimatados lentamente (1°C cada 20 minutos) hasta 25°C; posteriormente, se colocan en canaletas rectangulares de fibra de vidrio de 250 l, provistas con agua de mar filtrada a 5 μm con aireación y una concentración constante de 40.000 cél ml-1 de las microalgas Isochrysis galbana, Chaetoceros calcitrans y Tetraselmis suecica, relación 1:1:1. Se realiza recambio de agua diario del 200%, temperatura de 25±1°C y salinidad entre 31,5 y 35,5 (figura 17). Bajo estas condiciones, los reproductores se mantienen aproximadamente 10 días, tiempo en el cual concluye su desarrollo gonadal, alcanzando el estadío de madurez IV.

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A B

F igur a 17. Pectínidos acondicionados en canaletas de 250 l (A) y alimentados con microalgas mediante sistema de goteo (B).

Maduración La maduración gonadal de los pectínidos está influenciada por diversos parámetros siendo los de mayor importancia la temperatura y disponibilidad de alimento (Uriarte et al., 2001) y en menor grado la salinidad y el fotoperiodo. Cuando los organismos se encuentren inmaduros sexualmente, es posible lograr la maduración en el laboratorio, aunque el proceso de llevar un organismo del estado I de inmadurez hasta el IV de madurez sexual (figura 18), requiere una alimentación mucho más rigurosa, variaciones de temperaturas, manejo especial de recambios de agua; por lo general el tiempo que toma lograr la maduración adecuada puede variar entre 1 y 4 meses según la especie. Adicionalmente, cuando los organismos alcanzan el estado de madurez III, es importante monitorear la madurez gonadal del stock de reproductores cada tercer día para separar los animales que estén más adelantados (tabla 1). CRIADERO DE POSTLARVAS DE PECTÍNIDOS DE INTERÉS COMERCIAL EN EL CARIBE COLOMBIANO A B

Figura 18. Gónada madura de Nodipecten nodosus (A) y Argopecten nucleus (B).

Tabla 1. Estadios de madurez gonadal usada en pectínidos de Colombia (adaptado de Sastry, 1963; Cochard y Devauchelle, 1993).

ESTADIO DESCRIPCIÓN GONADAL Gónada sin coloración, totalmente transparente y vacía. Es indistinguible I la porción testicular de la ovárica. La gónada incrementa su tamaño, con coloración tenue, empieza a dife- renciarse la porción gonadal femenina (naranja pálido) de la masculina II (blanquecina). Los folículos son pequeños y dispersos. Todo el intestino que está recubierto por la gónada es visible. La gónada incrementa su volumen y toma una coloración más acentua- da. Los folículos son más grandes y densos pero persiste espacio entre III ellos. El intestino es visible en algunas partes de la gónada, especialmente en la parte distal. Gónada de mayor volumen, redondeada completamente llena, los folículos están densamente empaquetados y prácticamente no se distingue el intes- IV tino. Coloración brillante en ambas porciones gonadales, la parte masculina crema oscuro y la femenina rojo anaranjado (figura 18A y B). Gónada parcialmente desocupada. Las porciones ovárica y testicular se V distinguen por los restos del producto genital.

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DESOVE Y FERTILIZACIÓN

El desove en los bivalvos no es más que la expulsión de sus gametos al medio natural de manera sincronizada que por lo general coincide con cambios en la temperatura, variaciones en la concentración de seston, fluctuaciones de salinidad, fotoperíodo, corrientes y/o mareas. También se ha visto que existe una sincronización en los eventos de desove, atribuible al efecto del estímulo externo y a la existencia de hormonas en los productos gonadales que desencadenan el desove de los organismos vecinos. En condiciones experimentales, el desove de los bivalvos maduros puede ser provocado por estímulos de orden físico como: variación de la temperatura, inmersión de los reproductores en agua con una alta densidad de alimento, exposición a un flujo de agua, desecación, choques eléc- tricos y por estímulos de orden químico como la adición de gametos, la irradiación del agua con luz ultravioleta (UV) y la aplicación de neurotransmisores como serotonina, dopamina, noradrenalina y hormonas como la pros- taglandina E2. Antes de inducir los organismos al desove, se limpian uno a uno con ayuda de cuchillo y cepillo para eliminar los epibiontes y cualquier otro material adherido a la concha, con el fin de reducir las fuentes de contaminación para los gametos que se produzcan. Posteriormente, se esti- mulan los organismos al desove en un acuario o caja en fibra de vidrio de color negro en su interior para mejorar el contraste y facilitar la visualización de los gametos expul- sados. El volumen depende de la cantidad de organismos a desovar y se llena con agua de mar filtrada a 1 µm, irradiada con luz UV y termo regulada a 25°C. CRIADERO DE POSTLARVAS DE PECTÍNIDOS DE INTERÉS COMERCIAL EN EL CARIBE COLOMBIANO Tipos de estímulos • Físico Choque térmico El cambio de temperatura es el método más usado para inducir el desove de bivalvos y debe ensayarse en primera instancia antes de utilizar otros métodos; las temperaturas dependerán de la especie. Estos cambios pueden realizarse de manera rápida incrementando o decreciendo la temperatura del agua en un tiempo menor a 1 minuto o en forma lenta. Por lo general los límites de la temperatura más alta y más baja utilizadas en las inducciones están determinadas por los rangos de temperatura extremas que soportan los organismos en el medio natural. En el caso del Caribe colombiano entre los 19 y 30°C. En algunas ocasiones las estimulaciones térmicas son acompañadas por exposiciones a altas concentraciones de alimento y periodos cortos de desecación.

Mecánico Los cambios de flujo de agua, altas concentraciones de alimento, desecación, manipulación y limpieza, empleo de agua irradiada con rayos UV están entre los principales estí- mulos (figura 19).

Figura 19. Reproductores de Argopecten nucleus expuestos a desecación durante 20 minutos.

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• Químico Los métodos químicos incluyen adición de soluciones de hidróxido de potasio o de peróxido de hidrógeno en el agua de cultivo; inyección de neurotransmisores, como serotonina y dopamina en la gónada o músculo del organismo, en dosis que oscilan entre 10-3 Molar y 2 X 10-3 Mmolar. Otros métodos comúnmente usados y que muestran excelentes efectos, es la adición de gametos maduros de la misma especie al agua de los organismos a desovar. La edad de los reproductores es determinante en calidad y cantidad del desove. La producción de tejido gonadal y fecundidad aumentan a expensas de la disminución en la producción de tejido somático (Thompson y MacDonald, 1991).

Obtención de gametos Los organismos que empiezan a liberar los gametos son aislados individualmente en recipientes plásticos transpa- rentes de 1 a 3 l de capacidad provistos de la misma calidad de agua de mar usada en el acuario de inducción. En el momento que comienza la liberación de gametos del otro sexo (esperma de color blanco y ovocitos de color naranja), los organismos son trasladados a otros recipientes plásticos, evitando la autofecundación y por consiguiente la produc- ción de semilla que no crece bien. Por lo general en el caso de los pectínidos hermafroditas, inician el desove con la expul- sión de los gametos masculinos y posteriormente los femeninos (Rupp, 1994). Otra manera de conocer el momento próximo a expulsar sus productos sexuales es mediante la revisión del nefridio, el cual adquiere el color blanco o naranja, de acuerdo al tipo de gameto que esté próximo a expulsar (figura 20). La liberación de los gametos se prolonga entre 30 y 40 minutos. Estas especies producen entre uno y doce millones de ovocitos por individuo dependiendo del tamaño del organismo (figura 21). Tanto los espermatozoides como los ovocitos obtenidos de CRIADERO DE POSTLARVAS DE PECTÍNIDOS DE INTERÉS COMERCIAL EN EL CARIBE COLOMBIANO A B

C D

Figura 20. Animales maduros mantenidos en acuarios, el color negro del fondo de la canaleta fa- cilita por contraste la observación de los pectínidos cuando expulsan sus gametos (A), nefridios indicando inicio de expulsión, nótese la coloración (óvalo) (B), expulsión de gametos masculinos (C) y expulsión de gametos femeninos (D).

A B C

Figura 21. Expulsión de gametos masculinos de Nodipecten nodosus (A), femeninos de Argopecten nucleus (B) y recipientes conteniendo gametos femeninos (C). Obsérvese la diferencia de color del agua del recipiente (A y B).

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cada organismo son tamizados a través de una malla de 90 μm para retirar las heces y cualquier partícula extraña. A continua- ción los espermatozoides se colectan en recipientes plásticos de 2 l, mientras que los ovocitos son lavados con abundante agua de mar reteniéndolos en un tamiz de 23 μm para eliminar el exceso de tejido conectivo. Posteriormente, los ovocitos producidos serán mezclados y se estimará su cantidad por medio de la toma de tres muestras de 1 ml, colocándola en una placa Sedgewick Rafter para conteo al microscopio (figura 22).

Cubreobjeto

Muestra (1 ml)

Figura 22. Cámara de Sedgewick Rafter para el conteo de ovocitos, embriones y larvas.

Fertilización Para garantizar una mayor efectividad durante el proceso de fertilización es recomendable utilizar ovocitos y espermatozoides que no tengan un tiempo de expulsión mayor a 30 minutos. En todos los casos se debe observar una muestra de esperma al microscopio (40X), para asegurar una alta motilidad de los espermatozoides antes de usarlos. Se debe realizar una cuantificación al microscopio de los gametos masculinos y femeninos con ayuda de una cámara de Neubauer y Sedgewick Rafter respectivamente, para establecer una proporción óptima entre ovocitos y espermas para alcanzar una fecundación mayor del 90%. La bibliografía recomienda concentraciones que van de 10 hasta 100 espermatozoides por ovocitos, pero para fines prácticos generalmente se usan 100 ml de esperma por l l de suspensión de ovocitos. La mezcla se reposa entre 30 y 60 minutos antes de agregarse al tanque de larvicultura (figura 23). CRIADERO DE POSTLARVAS DE PECTÍNIDOS DE INTERÉS COMERCIAL EN EL CARIBE COLOMBIANO Homogenizador en PVC, utilizado para mezclar ovocitos y esperma

Figura 23. Mezcla de ovocitos con esperma, en proceso de fecundación.

Desarrollo embrionario Una vez el espermatozoide logra introducirse en el ovocito ocurre la expulsión del primer cuerpo polar (polocito), estructura que confirma la fecundación, seguida por la expulsión de un segundo cuerpo polar justo sobre el primero. A partir de este momento el cigoto inicia su desarrollo embrionario con sucesivas divisiones celulares, proceso llamado segmentación, el cual se relacionan con la morfología del huevo y en parti- cular con la cantidad de vitelo que contiene. Las células resul- tantes de la división del cigoto se denominan blastómeros y forman una masa compacta con aspecto parecido a una mora, llamada mórula; luego estos blastómeros emigran hacia la periferia, formando una cavidad central, que da origen a la fase de blástula. Finalmente, se forman las capas germinales: ectoblasto, mesoblasto, endoblasto, fase que se denomina gastrulación donde se originan los esbozos de órganos de la futura larva (figura 24). El desarrollo embrionario tiene una duración de 15 a 17 horas dependiendo de la temperatura. En el caso de las especies manejadas, el desarrollo se realizó a 25oC, salinidad de 34 a 36, en agua de mar microfiltrada a 1μm e irradiada con luz UV y densidad de siembra no mayor a 30 cigotos por ml.

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A B 2

1 3 1. Ovocito rodeado por espermatozoides C D E 4 2. Expulsión de polocito 3. División 4. Segmentación 5. Mórula 5 6. Blástula 7. Gástrula

7 6

Figura 24. Fecundación y desarrollo embrionario de un pectínido (A), ovocito con presencia de cuerpo polar (flecha) (B) y ovocito con presencia de los dos cuerpos polares en división o clivaje (flecha) (C) segmentación (D) y gástrula (E). CRIADERO DE POSTLARVAS DE PECTÍNIDOS DE INTERÉS COMERCIAL EN EL CARIBE COLOMBIANO LARVICULTURA

Tipos de tanques Los tanques usados en el criadero para la etapa del cultivo larval son de fondo cónico con pendiente de 15 y 20°, 500 l de capacidad, con desagües construidos en fibra de vidrio. También son utilizados tanques de fondo plano de 500 a 1000 l ó de mayor capacidad de producción que tenga el criadero (figura 25).

A B

Figura 25. Tanques de cultivo con fondo cónico (A) y plano (B) de 500 l de capacidad utilizados en criadero de bivalvos pectínidos.

Estadios larvales Transcurridas 17 a 19 horas de la fertilización surge el primer estadio larval, denominado larva trocófora, que posee un sistema ciliar que le permite nadar y girar sobre sí misma, es planctónica y lecitotrófica (se alimenta de sus propias reservas vitelinas). De las 19 a 24 horas se forma el segundo estadio larval, denominado, larva D o veliger de charnela recta, caracteri-

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zada por presentar una forma de D y poseer una estructura ciliada denominada velum que cumple funciones de alimen- tación, respiración y locomoción. Este estadio larval tiene una duración de 12 a 17 días, dependiendo de la temperatura. Durante este período de tiempo, entre el octavo y noveno día ocurre el primer cambio morfológico evidente, la formación del umbo (larva umbonada), caracterizada por el engrosa- miento de la parte posterior de la larva (figura 26). El tamaño inicial de la larva D es de 80-85 y 90-95 μm para A. nucleus y N. nodosus, respectivamente.

A B C Figura 26. Larva trocófora (A), veliger de forma D (B) y umbonada (la flecha señala el umbo) (C). La barra indica 10 µm.

Manejo Después de la fertilización entre las 24 y 28 horas se realiza el drenado de los tanques empleando un tamiz de 40 μm para retener las larvas y se procede a estimar la población (ver control y crecimiento larval). Una vez efectuado el conteo se siembran nuevamente a una densidad de 10 larvas/ml en tanques de 500 l con de agua de mar microfiltrada a 1 μm e irradiada con luz UV; la temperatura se mantiene a 25°C, salinidad de 34 a 36 y un fotoperiodo de 12 horas luz: 12 horas oscuridad y aireación suave.

Recambio de agua El agua de cultivo es renovada 100% diariamente con el propósito de eliminar heces, pseudoheces, metabolitos generados por las larvas, alimento no ingerido y evitar la proliferación de microorganismos dañinos. A medida que se drena el agua de los tanques las larvas son retenidas por tamices de diferentes micrajes. Durante los primeros días CRIADERO DE POSTLARVAS DE PECTÍNIDOS DE INTERÉS COMERCIAL EN EL CARIBE COLOMBIANO de la larvicultura se emplea una malla de 40 µm seguida de 60, 80, 90, 120 y 150 µm dependiendo del tamaño de la larva. El tamiz empleado se dispone dentro de otro recipiente que contiene agua para formar un “colchón” y asegurar que las larvas permanezcan sumergidas (figura 27). Es recomendable realizar una selección por talla de las larvas, separando las grandes de las pequeñas, eliminando las que presentan retraso en su crecimiento y deformidades, localizadas generalmente en el fondo del tanque.

1 2

5 6

Figura 27. Sistema de recambio de agua aplicado en el criadero. 1. Tanque de cultivo; 2. Válvula de cierre; 3. Tubería de drenaje de agua con larvas; 4. Tamiz con malla retenedora de larvas; 5. Manguera de salida del agua y 6. Recipiente con agua.

Alimentación El alimento se suministra en forma continua por goteo mediante una bomba peristáltica, por gravedad o por adición directa al tanque una o dos veces al día. Es importante controlar el número de células/ml de microalgas dentro del tanque de larvas. Las concentraciones varían entre las 20.000 a 50.000 cél ml-1 según la especie, densidad larval empleada y estadio larval. Se recomienda mantener un concentración específica constante dependiendo del estadio, utilizando dietas microalgales mixtas para aprovechar el efecto sinérgico de la mezcla. En el

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caso de las especies de pectínidos cultivadas la mezcla de las microalgas I. galbana y C. calcitrans mostraron resultados satis- factorios durante todo el desarrollo larval; es necesario tener en cuenta que una vez la larva presente un estadio larval avan- zado conviene adicionar una tercera especie de microalgas de mayor tamaño, como Tetraselmis Suecica (Helm et al., 2006).

Control del crecimiento y supervivencia El control y el seguimiento del desarrollo de las larvas es fundamental para el correcto mantenimiento del cultivo. Se debe efectuar observación diaria al microscopio de mínimo 30 larvas, antes del recambio de agua, y evaluar en porcentaje los siguientes parámetros: motilidad, forma y color oscuro de la glándula digestiva (indicador de ingestión de alimento), pigmentación entre parda y dorada de los tejidos de las larvas los cuales son índices de organismos sanos (figura 28A) y medición en longitud, usando una reglilla acoplada al obje- tivo del microscopio (figura 28D). Es importante cuantificar larvas que no consumen alimento (glándula digestiva traslucida, figura 28B) y el número de larvas que presentan concha deforme (figura 28C), el cual es indicador del estado de madurez de los reproductores y efectividad en el proceso de fertilización.

A B C D

Figura 28. Larva umbonada sana (flecha indica glándula digestiva con alimento) (A), larva D pre- sentando glándula digestiva vacía (asterisco) (B), larva deforme (C) y estimación crecimiento de las larvas (D). La barra indica 10 µm.

Para estimar la supervivencia, las larvas retenidas en el tamiz durante el proceso de drenado de los tanques se resus- penden en un recipiente de 10 l, se homogeniza manual- CRIADERO DE POSTLARVAS DE PECTÍNIDOS DE INTERÉS COMERCIAL EN EL CARIBE COLOMBIANO mente, se toman tres alícuotas de 1 ml, se colocan en una placa Sedgewick Rafter para revisión, conteo y medición al microscopio (Sarkis y Lovatelli, 2007). Para la estimación se aplica la siguiente fórmula:

NT= L x V NT = Número total de larvas L = Número de larvas presentes en 1 ml V = Volumen (ml) de agua en el que se encuentran las larvas

Asentamiento y Metamorfosis El comienzo del proceso del asentamiento se evidencia por la presencia de un punto o mancha de color oscuro en el interior de las valvas, indicando el fin del desarrollo larval, evento que sucede entre los 12 y 17 días de larvicultura (figura 29A). A partir de este momento la larva inicia una serie de transformaciones morfológicas que darán como resultado la forma- ción de una postlarva, proceso conocido como metamorfosis. En esta etapa los individuos pasan la mayor parte del tiempo en el fondo del tanque y comienzan la búsqueda de un sustrato sólido. La larva reduce su actividad natatoria, contrae el velum (aparato filtrador) parcialmente y comienza a desplazarse con ayuda de una estructura llamada pie, con el que inspecciona las características del sustrato al cual se fijará (figura 29B). Para realizar este proceso el pie se extiende y forma los hilos del biso con los cuales se fija al sustrato, es allí donde se produce la metamorfosis caracterizada por la secreción de la concha definitiva o disoconcha (figura 29C), la reabsorción del velum y la formación de las branquias. En esta etapa se presenta una disminución en la tasa de filtración del alimento y el organismo posee la misma forma estruc- tural que sus progenitores. Durante la fase de asentamiento y metamorfosis, debido a las drásticas transformaciones que sufre la larva, se requiere de excelentes condiciones medioambientales y de superficies apropiadas para la fijación; la densidad recomendada para ésta etapa es de 1 a 2 larvas/ml.

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A B C

Figura 29. Larva de Argopecten nucleus con mancha ocular (flecha) (A), pie (flecha) (B) y postlarva de Nodipecten nodosus (C). d: disoconcha y pd: prodisoconcha. La barra indica 30 µm.

Estímulos de fijación La fijación a un sustrato, cuando ocurre de manera natural un pequeño porcentaje de las larvas se fija de manera inme- diata, mientras el resto de la población puede retrasar el asentamiento hasta por 11 días dependiendo de la densidad, la temperatura y las condiciones del sustrato. Al ser un paso crucial para que la larva realice la metamorfosis, los criaderos han implementado técnicas inductoras a la fijación para lograr mayores tasas en un menor tiempo. Las técnicas de inducción a la fijación pueden ser de carácter químico, térmico y biológico. Entre los químicos se destaca la aplicación de hormonas o neurotransmisores, siendo los más usados la epinefrina, la L–dopamina, glicina, GABA (ácido gama-amino butírico), KOH, KCl, serotonina, norepidefrina y L–carnitina. El carácter térmico consiste en un choque con descenso drástico de temperatura a 20°C por un tiempo de 24 a 48 horas (Velasco y Barros, 2008). “Biologi- lizar” el sustrato es el último método y consiste en sumergir el sustrato en agua de mar con microalgas una semana antes de iniciar la fijación, acción que genera la formación de una película de bacterias sobre la superficie del sustrato (biofilm) y atrae las larvas a fijarse (Encomendero y Dupré, 2003).

Sustratos adecuados para el asentamiento larval Para realizar éste proceso se introduce en los tanques de asentamiento materiales sintéticos y fibrosos con superficie no CRIADERO DE POSTLARVAS DE PECTÍNIDOS DE INTERÉS COMERCIAL EN EL CARIBE COLOMBIANO muy rugosa, los más utilizados son: mallas de polipropileno (netlon), láminas plásticas de envases reciclados de gaseosa, césped artificial y bolsas cebolleras (figura 30). La posición y orientación del sustrato también afecta el asentamiento larvario y generalmente las larvas competentes prefieren superficies en posición horizontal o levemente inclinada; existe un porcentaje que se fija en el fondo del tanque.

A B C D

Figura 30. Sustratos utilizados en el asentamiento larval de pectínidos. Bolsas cebolleras (A), mallas de polipropileno (netlon) (B), láminas plásticas de envases reciclados de gaseosa (C) y cés- ped artificial (D).

Recambio de agua El recambio para las larvas en proceso de fijación es diferente al de las larvas ya fijadas. Para garantizar el correcto asentamiento y el buen desarrollo de las larvas durante el proceso de fijación, se realiza recambio diario del agua hasta lograr la fijación de todas las larvas, bajo las siguientes consideraciones: 1. Preparar tanques con las mismas condiciones fisicoquí- micas del agua de mar donde se encuentran los colectores a retirar (agua filtrada, temperatura de 25±0,5°C y salinidad entre 33 y 37, alimento requerido y aireación). 2. Retirar los colectores que tienen larvas fijadas y colo- carlos en los tanque previamente acondicionados. 3. Drenar el tanque de fijación aplicando el mismo método empleado para la fase de larvicultura, teniendo la precau- ción de limpiar la superficie del tanque con una brocha de cerda suave para desprender las larvas que se han adherido a las paredes del tanque.

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4. Colectar las larvas no fijadas, proceder a su revisión al microscopio evaluando porcentaje de larvas vivas y en proceso de fijación y resuspenderlas en un nuevo tanque de fijación con nuevos colectores para que continúen su proceso. El recambio en los tanques con larvas fijadas se efectúa manteniendo el agua a nivel máximo dentro del tanque, con flujo continuo de entrada y salida, evitando que los sustratos queden expuestos a la desecación. El agua es recibida en un tamiz de 100 µm para colectar las larvas que se desprendan durante el proceso. El recambio es del 100% y se realiza cada 24 horas.

Alimentación Las microalgas apropiadas para el cultivo de postlarvas son las mismas que se utilizan en el cultivo larvario; sin embargo, conforme aumenta de talla, la dieta suele complementarse con otras especies de microalgas de mayor tamaño como Tetra- selmis suecica, Thalassiosira weissflogii o Skeletonema costatum. En el estadio de postlarva se debe seguir un control estricto de las concentraciones algales, teniendo como valor mínimo 100.000 cél ml-1 y un máximo de 300.000 cél ml-1. Cuando las postlarvas alcanzan más de 2 mm de longitud la ración se incrementa hasta 425.000 cél ml-1 (tabla 2) (Sarkis y Lovatelli, 2007).

Tabla 2. Raciones de alimento diario utilizadas en el criadero de pectínidos.

Días Talla (µm) Característica Ración de alimento (cél ml-1) Desarrollo embrionario y 0-1 0-80 20.000 I. galbana formación de larva D 20.000 I. galbana: 85.000 2-11 85-70 Desarrollo larval C. Calcitrans 30.000 I. galbana: 127.000 12-19 180-500 Mancha ocular y fijación C. calcitrans Cultivo postlarval y trans- 100.000 I. galbana: 425.500 20-30 500-2000 porte al mar C. calcitrans CRIADERO DE POSTLARVAS DE PECTÍNIDOS DE INTERÉS COMERCIAL EN EL CARIBE COLOMBIANO Traslado de postlarvas al mar Después de 15 a 20 días de la fase de asentamiento y cuando las postlarvas alcanzan un tamaño entre 1 a 2 mm (figura 31) son trasladadas al mar en el mismo sustrato de fijación, dentro de bolsas de nylon con ojo de malla menor al tamaño de las postlarvas y amarradas a un cabo; este método es usado para trayectos cortos de 50 minutos en lancha hasta la esta- ción de cultivo.

A B C

Figura 31. Bolsas de malla nylon para el transporte de los sustratos con semilla en trayectos cortos (A), semilla de pectínidos entre 1 y 2 mm fijada a láminas plásticas de envase reciclado de gaseosa (B) y bolsas cebolleras (C).

Para trayectos entre 5 y 6 horas, el transporte se realiza colocando los sustratos con los organismos fijados dentro de bolsas plásticas a un volumen de 30 l con agua de mar e inyec- ción de oxígeno dejando un espacio de aire para favorecer el intercambio de gases. La bolsa es cerrada con una banda de caucho y se introduce dentro de una caja de cartón, forrada en su parte interna con poliestireno expandible (icopor), para mantener la temperatura a 21°C (figura 32). Se recomienda efectuar el transporte hasta que los organismos alcancen 3 mm de longitud y así asegurar una mayor supervivencia, de cualquier forma esto depende de los costos que pueda asumir el productor.

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A B

C D

Figura 32. Traslado de semilla de pectínidos del criadero al mar durante trayectos entre 5 y 6 horas de la estación. Introducción de bolsas cebolleras en bolsas plásticas de 30 l conteniendo agua de mar a 21°C (A), inyección de oxígeno (B), cierre de la bolsa (C) y cierre y traslado de cajas con semilla (D).

En la estación de cultivo, las cajas y bolsas son abiertas para iniciar el proceso de aclimatación, adicionando agua de mar del sitio de siembra hasta igualar parámetros fisicoquí- micos. Posteriormente, los sustratos se extraen de las bolsas de empaque, se colocan en bolsas de anjeo plástico y son intro- ducidas dentro de un arte elaborado en forma de cilindro (diámetro 30 x 80 cm) fabricado con anjeo de ojo de malla de 2 mm (menor al tamaño de la semilla para evitar su pérdida), este arte es conocido como “baby” linterna; la semilla perma- nece por un tiempo de dos semanas. El agua de transporte CRIADERO DE POSTLARVAS DE PECTÍNIDOS DE INTERÉS COMERCIAL EN EL CARIBE COLOMBIANO es tamizada a 500 µm para recuperar las postlarvas que se desprendieron del sustrato durante el viaje. En la estación las artes se disponen en una línea principal a 4 m de profundidad (figura 33 y 34).

A B

C D

Figura 33. Llegada de cajas con semilla E del criadero al mar. Apertura de cajas (A), aclimatación de semilla (B), tamizaje para recuperar postlarvas desprendidas durante el viaje (círculo) (C), sustratos puestos en bolsas de anjeo 2 mm (D) y dentro de una “baby” linterna (E).

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A B C D

E F G

H Boya superficial Boyas sumergidas Línea principal

“Baby” linterna Redes Sistema linterna de anclaje Sustrato - Fondo

Figura 34. Esquema utilizado en el transporte de postlarvas producida en el laboratorio a la es- tación de cultivo (5 y 6 horas aprox). Tanques de cultivo con animales fijados a los sustratos (A), sustratos colocados en bolsas de 25 l e inyección de oxígeno (B), cerrado de las bolsas (C), empaque y cerrado de las cajas forradas en su parte interna con icopor (D), transporte a la estación de cultivo (E), aclimatación (F) y postlarvas fijadas en los sustratos colocadas en bolsas de anjeo de 2 mm y dentro de una “baby” linterna (G) y transporte a las líneas de cultivo (H).

Transcurridas dos semanas en que los organismos alcanzan un mayor tamaño se extraen del mar las bolsas de anjeo conteniendo los sustratos, se amarran a una cuerda formando reinales de hasta 40 colectores (figura 35) y nuevamente son devueltas al mar para continuar su crecimiento durante 20 a 30 días. CRIADERO DE POSTLARVAS DE PECTÍNIDOS DE INTERÉS COMERCIAL EN EL CARIBE COLOMBIANO Una vez transcurrido este tiempo y con tallas superiores a 1 cm (figura 36), son transferidos a una red linterna con un diámetro proporcional a su talla, donde continúa su crecimiento hasta convertirse en adultos. Estas artes se mantienen en un sistema de cultivo suspendido ubicado en una zona protegida de las corrientes fuertes del mar.

Figura 35. Rei- nal de anjeo (32 x 80 cm) con ojo de malla de 2 mm usado para el crecimiento de la semilla producida en el laboratorio.

A B

Figura 36. Pectíni- dos producidos en el criadero. Semi- lla después de 30 días de permane- cer en la estación de cultivo en cam- C D po (>1cm) (A), semilla de Argopecten nucleus (3,0 cm) y Nodipecten nodosus (4,5 cm) después de 90 días (B y C) y semilla de N. nodosus con diferentes tonalidades (D).

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CAUSAS DE MORTALIDAD Y MECANISMOS DE PREVENCIÓN

Organismos patógenos para larvas de bivalvos marinos La introducción de microorganismos patógenos al cultivo se debe a vectores tales como los reproductores, el agua, las microalgas y aire. Una forma práctica de evidenciar problemas ocasionados por patógenos es la formación de conglomerados de larvas en el fondo del tanque con presencia de protozoos ciliados. Dentro del grupo de patógenos que causan masivas mortandades de larvas en los criaderos predominan las bacterias del género Vibrio, normalmente estos microorganismos constituyen una pequeña parte de la flora bacteriana de los pectínidos; sin embargo, cuando un agente dispara su proliferación y dominan la flora, representan una seria amenaza para la producción. Las especies más encontradas son Vibrio parahaemolitycus, V. alginolitycus, V. splendidus y V. tubiashi. Otros géneros igualmente perjudiciales son las Aero- monas y Pseudomonas (tabla 3) (Lauckner, 1983).

Tabla 3. Principales especies de bacterias que causan mortalidades de larvas de pectínidos en criadero.

Hospedador Bacteria Referencia Argopecten irradians Vibrio sp. Tubiash et al., (1965) Pseudomonas sp. Vi- Lodeiros et al., 1992 Euvola ziczac brio sp. Freites et al., 1993 V. anguillarum, Aero- Riquelme et al., 1995; A. purpuratus mona hydrophila y V. Riquelme et al., 1996 alginolyticus V. splendidus y V. pec- Nicolas et al., 1996; Pecten maximus tinicida sp. nov Lambert et al., 1998 CRIADERO DE POSTLARVAS DE PECTÍNIDOS DE INTERÉS COMERCIAL EN EL CARIBE COLOMBIANO Otro grupo son los virus, quizás los microorganismos que causan los procesos patológicos más importantes en animales vertebrados e invertebrados. El descubrimiento de virus implicados en patologías de bivalvos marinos data de hace 40 años, cuando Farley (1969) detectó un herpesvirus en Crassotrea gigas y en C. angulata (tabla 4) (Farley et al., 1972). Algunos virus de bivalvos son morfológicamente similares a los virus oncogénicos detectados en animales homeotermos. El espectro de infectividad de estos microorganismos todavía no se ha determinado totalmente y tampoco se sabe si es posible que estos virus de moluscos puedan ocasionar enfermedades en animales, incluyendo al hombre (Rosenfield, 1976a y b).

Tabla 4. Familias de virus causando importantes mortalidades en pectínidos.

Familia Hospedador Referencia Herpesviridae Pecten maximus Arzul et al., 2001 Picornaviridae Pecten novaezelandiae Hine y Wesney, 1997 Birnaviridae Pecten maximus Cristie et al., 1988

Los hongos son microorganismos oportunistas en bivalvos moribundos o debilitados por otros agentes pató- genos o por algún proceso fisiológico. Sin embargo, existen pocos estudios que reporten colonización y parasitismo de los hongos sobre larvas de pectínidos.

Mecanismos de prevención Un vacio sanitario en el criadero es el método más seguro para eliminar cualquier fuente de infección. Se inicia con la desinfección minuciosa de toda la instalación, asegurándose de limpiar y esterilizar los materiales, salas y equipos con un tiempo mínimo de secado de una semana. En todas las etapas se debe hacer una rutina de limpieza que permita disminuir el riesgo de contaminación; tube- rías de agua, aire y materiales como baldes, mangueras plás-

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ticas, piedras aireadoras y filtros usados en la producción de microalgas y de larvas son desinfectados con jabón, solución de cloro de 50-100 ppm y ácido muriático al 5-10%, y finalmente se enjuaga con abundante agua dulce. Los recipientes de vidrio, pipetas y cajas de Petri se envuelven en papel kraft, y se esterilizan a 120°C por 1 hora. El piso se desinfecta diariamente en las diferentes salas del criadero con una solución de jabón, agua clorada y se enjuaga con agua dulce. Se realizan monitoreos microbio- lógicos periódicos en diferentes puntos del criadero (agua, microalgas, larvas) para verificar la presencia o ausencia de poblaciones bacterianas (figura 37). El uso de antibióticos como medida preventiva para el control de bacterias ha sido restringido debido al origen de cepas resistentes, daño al medio ambiente y controles de las instituciones sanitarias de varios países. Como alternativa se está promoviendo el uso de probióticos, bacterias benefi- ciosas que ayudan a reforzar el sistema de defensa inespecí- fico. Mantener normas de bioseguridad y el uso de Buenas Prácticas de Manejo durante el cultivo minimiza los riesgos de introducción de patógenos. Actualmente, existe un creciente interés en la aplicación de genética en acuicultura en busca de optimizar la produc- ción a partir de programas de selección genética, con fines de mejorar características de crecimiento, supervivencia y resis- tencia a enfermedades. Los avances en criopreservación de gametos masculinos y femeninos provenientes de adultos de estos programas genéticos permitirán el desarrollo y repro- ducción de las mejores líneas. CRIADERO DE POSTLARVAS DE PECTÍNIDOS DE INTERÉS COMERCIAL EN EL CARIBE COLOMBIANO - otros Gram, Oxidasa, Catalasa, Oxidación / fermentacióndescarboxilación de de aminoácidos la y glucosa, Caracterización colonias mayoritarias MA (Agar marino) 22°C, 2-7 días 2-7 22°C, MA marino) (Agar O/129 Aislamiento de colonias mayoritarias Recuento directo y descripción de las Sensibilidad a antibióticos antibióticos a Sensibilidad vibriostático agente al y Resiembra en MA para obtención de cultivos puros Siembra (microalgas) y agua (microalgas) Forma Muestra de larvas, alimento alimento larvas, de Muestra Diluciones seriadas en SSW Negativo Homogenizado en agua de mar estéril (SSW) Morfológicas Movilidad Sacarosa Procedimiento seguido en los análisis microbiológicos de larvas, alimento (microalgas) y agua. TCBS: agar tiosulfato-ci agar TCBS: agua. y (microalgas) larvas, de alimento microbiológicos análisis los en seguido Procedimiento Positivo TCBS (medio cólera) 22°C, 2-7días cólera) 22°C, TCBS (medio trato-bilis-sacarosa; SSW: agua de mar estéril. F igur a 37.

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GLOSARIO

Branquia. Apéndice en forma de hoja que sirve para la respiración y filtración de alimentos en el agua.

Charnela. Zona dorsal de la concha de los bivalvos donde se unen las dos valvas y les sirve de articulación.

Cigoto. Célula resultante de la unión de los gametos masculino y femenino.

Colector. Sustrato hecho con fibra sintética para capturar postlarvas de pectínidos.

Concha. Exoesqueleto o cobertura dura, rígida y exterior que poseen solo los moluscos.

Criadero. Lugar donde se producen organismos en forma masiva y controlada.

Cuerpo polar. Células liberadas durante la división meiótica del óvulo des- pués de la penetración del espermatozoide.

Cultivo. Proceso destinado a multiplicar organismos de una misma especie.

Depredador. Ser vivo que da caza y muerte a su presa.

Engorde. Cultivo de semilla producida en criadero hasta alcanzar la talla comercial.

Fijación. Proceso de comportamiento de las larvas maduras que consiste en buscar un sustrato adecuado donde adherirse.

Filtración. Proceso de ingerir partículas suspendidas presentes en el agua.

Filtro de arena. Mecanismo para eliminar sedimentos gruesos, se descarta la mayor parte de desechos y organismos que puedan afectar a los pectínidos. CRIADERO DE POSTLARVAS DE PECTÍNIDOS DE INTERÉS COMERCIAL EN EL CARIBE COLOMBIANO Fotosíntesis. Proceso por el cual, las plantas con clorofila toman dióxido de carbono y sales minerales y por medio de la energía de la luz captada por la clorofila producen materia orgánica.

Gameto. Célula sexual madura, haploide y funcional capaz de unirse a la del sexo opuesto para formar un cigoto.

Gametogénesis. Proceso por el que se forman óvulos y espermatozoides.

Gónada. Órgano reproductor de los animales que producen células sexuales.

Inocular. Transferir microalgas a un medio de cultivo de mayor volumen.

Larva. Fase del desarrollo de los bivalvos desde el embrión hasta la metamorfosis.

Larva D. Fase veliger inicial de los bivalvos, también llamada larva de charnela recta.

Long-line. Cabo dispuesto en forma horizontal en el mar, suspendido mediante sistema de boyas.

Mancha ocular. Órgano fotosensible que se desarrolla cerca del centro de la larva madura de algunos bivalvos.

Manto. Pliegue blando segregado por la concha que encierra el cuerpo del bivalvo.

Micrómetro (µm). La millonésima parte de un metro o la milésima parte de un mm.

Nutrientes. Sustancias minerales presentes en el medio marino que el fitoplancton puede incorporar a su organismo como alimento.

Plancton. Conjunto de organismos, principalmente microscópicos, que flo- tan en aguas saladas o dulces, más abundantes hasta los 200 metros de profundidad puede ser fitoplancton (vegetal) o zooplancton (animal).

Probiótico. Microorganismos que se adicionan al alimento y ayudan al equili- brio de la flora bacteriana y potenciar el sistema inmunológico del huésped.

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Productor. Persona que cultiva organismos en criadero.

Pseudoheces. Heces falsas, material residual no absorbido por el aparato digestivo.

Reproductor. Pectínido con gónadas maduras estimulado a desovar en el criadero, animales que posteriormente se crían y que desovan en cautividad.

Semilla. Un bivalvo recién fijado o adherido (en bivalvos también se llama postlarvas). En un criadero, juveniles de tamaño comercial.

Umbo. Primera estructura de la concha formada en su parte dorsal.

Valva. Cada una de las partes duras que forman la concha de un bivalvo.

Velo. Órgano ciliado locomotor de las larvas.

Vitelo. Conjunto de sustancias nutritivas almacenadas en el cigoto. CRIADERO DE POSTLARVAS DE PECTÍNIDOS DE INTERÉS COMERCIAL EN EL CARIBE COLOMBIANO BIBLIOGRAFÍA

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INVEMAR

Serie de documentos generales

1. Programa Nacional de Investigación en Biodiversidad Marina y Costera PNI- BM. Plan de acción 2001 - 2010, 2000.

2. Referencias bibliográficas publicadas e inéditas de la Ciénaga Grande de Santa Marta, Caribe colombiano. (Volúmenes I y II), 1996.

3. Política nacional ambiental para el desarrollo sostenible de los espacios oceá- nicos y las zonas costeras e insulares de Colombia, 2001.

4. Cartilla: Ojo con Gorgona. Parque Nacional Natural, 2001.

5. Libro rojo de peces marinos de Colombia, 2002.

6. Libro rojo de invertebrados marinos de Colombia, 2002.

7. Las aguas de mi Ciénaga Grande, 2002.

8. Informe del Estado de los Recursos Marinos y Costeros en Colombia, 2001.

9. Guía práctica para el cultivo de bivalvos; madreperla, ostra alada, concha de nacar y ostiones, 2003.

10. Aproximación al estado actual de la bioprospección en Colombia, 2003.

11. Plan Nacional de Bioprospección, 2003.

12. Conceptos y guía metodológica para el Manejo Integrado de Zonas Costeras en Colombia, Manual 1: Preparación, caracterización y diagnóstico, 2003.

13. Manual de técnicas analíticas para la determinación de parámetros fisico- químicos y contaminantes marinos: aguas, sedimentos y organismos, 2003.

14. Una visión de pesca multiespecífica en el Pacífico colombiano, 2003. CRIADERO DE POSTLARVAS DE PECTÍNIDOS DE INTERÉS COMERCIAL EN EL CARIBE COLOMBIANO 15. Amenazas naturales y antrópicas, 2003.

18. Manual del Sistema de Información Pesquera del INVEMAR, 2005.

19. Cartilla bacterias marina nativas, 2006.

20. Política Nacional del Océano y los Espacios Costeros PNOEC. 2007.

21. Manual metodológico sobre el monitoreo de los manglares del Valle del Cauca y su fauna asociada. 2007.

22. Lineamientos y estrategias de manejo de la Unidad Ambiental Costera (UAC) del Darién. 2008.

23. Plan de Manejo Integrado de la Zona Costera - UAC Llanura Aluvial del Sur, Pacífico colombiano, 2008.

24. Cartilla lineamientos y estrategias para el manejo integrado de la UAC del Darién, Caribe colombiano, 2008.

25. Catilla etapas para un cultivo de bivalvos marinos (pectínidos y ostras) en sistema suspendido en el Caribe colombiano.

26. Programa Nacional de Investigación para la Prevención, Mitigación, y Con- trol de la Erosión Costera en Colombia – PNIEC

27. Modelo de uso ecoturístico de la bahía de Neguanje, Parque Nacional Na- tural Tayrona.

Este manual ha procurado explicar la producción de postlarvas en criadero; sin embargo, no deje de buscar ayuda técnica especializada.