Bomló Növényi Anyagok Dominálta Sekély Tavak Összehasonlító Mikrobiológiai Elemzése

Eötvös Loránd Tudományegyetem, Természettudományi Kar Biológia Doktori Iskola Kísérletes Növénybiológia Program

Bomló növényi anyagok dominálta sekély tavak összehasonlító mikrobiológiai elemzése

- DOKTORI ÉRTEKEZÉS -

Készítette: MENTES ANIKÓ

Témavezető: Doktori iskola vezető: Doktori programvezető: DR. FELFÖLDI TAMÁS PROF. DR. ERDEI ANNA DR. KOVÁCS M. GÁBOR habil. adjunktus egyetemi tanár habil. egyetemi docens

ELTE TTK MIKROBIOLÓGIAI TANSZÉK BUDAPEST 2019

„It is hard to describe the exact route to scientific achievement, but a good scientist doesn’t get lost as he travels it.”

„A tudományos eredményhez vezető pontos útvonalat nehéz leírni, de a jó tudós miközben ezen az úton jár, nem téved el.”

Isaac Asimov Epigraph in Book of Science and Nature Quotations (1988)

Tartalomjegyzék

1. Rövidítésjegyzék ...... 4 2. Bevezetés ...... 6 3. Irodalmi áttekintés ...... 8 3.1. Sekély tavak ...... 8 3.1.1. A sekély tavak általános jellemzői ...... 8 3.1.2. A sekély tavak alternatív egyensúlyi állapotai ...... 9 3.1.3. A sekély tavak anyagforgalma ...... 11 3.2. A vízinövények szerepe a sekély tavakban ...... 13 3.2.1. A vízinövények hatása a fitoplanktonra ...... 15 3.2.2. A vízinövények hatása a bakterioplanktonra ...... 16 3.3. A huminanyagok általános jellemzése ...... 17 3.4. Az édesvízi fito- és bakterioplankton domináns csoportjai ...... 20 3.4.1. Tipikus fitoplankton csoportok édesvizekben ...... 20 3.4.2. Tipikus bakterioplankton csoportok édesvizekben ...... 22 3.5. Vízi ökoszisztémák planktonikus baktériumközösség-összetételének vizsgálati módszerei ...... 25 3.5.1. Tenyésztéses módszerek ...... 25 3.5.2. Tenyésztéstől független módszerek ...... 27 4. Célkitűzések ...... 30 5. Anyag és módszer ...... 31 5.1. Mintavételek ...... 31 5.1.1. A mintavételek helye és időpontjai ...... 31 5.1.1.1. Balaton ...... 32 5.1.1.2. Kolon-tó ...... 34 5.1.1.3. Szent Anna-tó ...... 35 5.1.1.4. Mohos tőzegláp ...... 36 5.1.1.5. Szikes tavak ...... 37 5.1.2. A mintavétel menete és minta előkészítés ...... 40 5.2. Alkalmazott vizsgálati módszerek ...... 41 5.2.1. Környezeti változók meghatározása ...... 41 5.2.2. Aktivitás vizsgálatok...... 42 5.2.2.1. EcoPlate™ ...... 42 5.2.2.2. Bakteriális produkció mérése radioaktívan jelzett leucin felvételével ...... 43 5.2.3. Tenyésztéses módszerek ...... 44 5.2.3.1. A baktériumtörzsek izolálása és tenyésztése ...... 44 5.2.3.2. A baktériumtörzsek jellemzése tenyésztés alapú módszerekkel ...... 45 5.2.4. DNS alapú módszerek ...... 47 5.2.4.1. A DNS kivonása a vízmintákból ...... 47 5.2.4.2. A DNS kivonása baktériumtörzsek esetében ...... 47 5.2.4.3. A vízminták 16S rRNS gén szekvenálása MiSeq szekvenáló platform (Illumina) segítségével ...... 47

5.2.4.4. A vízminták 16S rRNS gén szekvenálása GS Junior szekvenáló platform (Roche/454 Life Sciences) segítségével ...... 48 5.2.4.5. A törzsek 16S rRNS génjének szekvenálása Sanger módszerrel ...... 49 5.2.5. Bioinformatikai és statisztikai analízis ...... 49 5.2.6. Filogenetikai analízis ...... 51 6. Eredmények és értékelésük ...... 52 6.1. Sekély tavak planktonikus mikrobiális közösségeinek változása a CDOM gradiens függvényében ....52 6.1.1. A CDOM gradiens mintasor fizikai és kémiai paraméterei ...... 52 6.1.2. A CDOM gradiens mintasor fitoplankton közösségének összetétele ...... 54 6.1.3. A CDOM gradiens mintasor bakterioplankton közösségének összetétele ...... 59 6.1.4. A CDOM gradiens mintasor mikrobiális aktivitása ...... 66 6.1.5. A CDOM gradiens mintasor becsült bakteriális produkciója ...... 71 6.1.6. Összehasonlító adatanalízis ...... 73 6.2. Eltérő makrofiton állományú élőhelyek planktonikus mikrobiális közösségének különbségei ...... 77 6.2.1. A makrofiton mintasor fizikai és kémiai paraméterei ...... 77 6.2.2. A makrofiton mintasor fitoplankton közösségének összetétele ...... 78 6.2.3. A makrofiton mintasor bakterioplankton közösségének összetétele ...... 80 6.2.4. Összehasonlító adatanalízis ...... 86 6.3. Természetes vizes élőhelyek planktonikus Rhizobiales taxonjainak elemzése ...... 89 6.3.1. Tenyésztésbe vont, új Rhizobiales fajok polifázikus taxonómiai elemzése ...... 90 6.3.1.1. DNS szekvenciaanalízis eredményei ...... 90 6.3.1.2. Morfológiai és fiziológiai jellemzők ...... 91 6.3.1.3. Kemotaxonómiai jellemzők ...... 92 6.3.1.4. A tenyésztésbe vont Rhizobiales taxonok leírása ...... 93 6.3.1.4.1. A Siculibacillus gen. nov...... 93 6.3.1.4.2. A Siculibacillus lacustris sp. nov...... 93 6.3.1.4.3. A Rhizobium aquaticum sp. nov...... 94 6.3.2. Az új Rhizobiales törzsek és OTU reprezentánsok összehasonlító filogenetikai elemzése ...... 95 7. Következtetések ...... 98 8. Tézisek ...... 102 9. Összefoglalás ...... 103 10. Summary ...... 104 11. Függelékek ...... 105 12. Irodalomjegyzék ...... 110 13. Köszönetnyilvánítás ...... 123

1. Rövidítésjegyzék

Rövidítés Feloldás Magyar fordítás ACE abundance-based coverage estimator mennyiség-alapú lefedettség-becslő mutató AB algal biomass fitoplankton biomassza API analytical profile index analitikai profil index APP autotrophic picophytoplankton autotróf pikofitoplankton AWCD average well colour development átlagos színkifejeződés mértéke BCC bacteriochlorophyll-containing cells bakterioklorofill tartalmú sejtek b-Chl bacteriochlorophyll-a bakterioklorofill a BP bacterial production bakteriális produkció CA cluster analysis klaszteranalízis CDOM coloured dissolved organic matter színes oldott szerves anyag Chl chlorophyll-a klorofill a DAPI 4,6-diamidino-2-phenylindole 4,6-diamidino-2-fenilindol dNTP deoxyribonucleotide triphosphate dezoxiribonukleotid-trifoszfát DO dissolved oxygen oldott oxigén DOC dissolved organic carbon oldott szerves szén DPM decay per minute bomlás/perc DR dynamic ratio dinamikus arány Deutsche Sammlung von Mikroorganismen und Mikroorganizmusok és Sejtkultúrák Német DSMZ Zellkulturen Gyűjteménye EC electrical conductivity elektromos vezetőképesség Mikrobiológiai Laboratórium (belga LMG Laboratorium voor Microbiologie törzsgyűjteményi kód) Nemzeti Biotechnológiai Információs Központ NCBI National Center for Biotechnology Information (USA) NGS next-generation DNA sequencing újgenerációs DNS-szekvenálás NMP nano- and microphytoplankton nano- és mikrofitoplankton OD optical density optikai denzitás OTU operational taxonomic unit operatív taxonómiai egység PC principal component főkomponens PCA principal component analysis főkomponens elemzés PCR polymerase chain reaction polimeráz láncreakció PCya picocyanobacteria pikocianobaktériumok PEuk picoeukaryotic algae pikoeukarióta algák R richness fajgazdagság R2A Reasoner's 2A agar Reasoner-féle 2A agar SDS sodium dodecyl sulphate nátrium-dodecil-szulfát SINA SILVA Incremental Aligner SILVA differenciális illesztőprogram sp. species faj

Rövidítés Feloldás Magyar fordítás spp. species pluralis fajok SRP soluble reactive phosphorus (orthophosphate) oldott reaktív foszfát (ortofoszfát) T temperature hőmérséklet TCA trichloroacetic acid triklórecetsav TN total nitrogen össznitrogén TOC total organic carbon teljes szerves szén TP total phosphorus összfoszfor unweighted pair group method using arithmetic UPGMA súlyozás nélküli csoportátlag módszer averages YMA yeast-mannitol agar élesztő-mannit agar

2. Bevezetés

A sekély tavakra irányuló publikációk és konferenciák száma az 1980-as évektől Európában és Amerikában jelentősen megnövekedett, amikor az ökológusok felismerték, hogy a sekély tavak minőségi állapota nagy jelentőséggel bír a földi ökoszisztémára nézve (Gulati és mtsai, 2007). Számos sekély tó található a Würm glaciális periódus alatt képződött jégtakaró szélén, emellett az emberi tevékenységek, mint például a tőzeg, a homok, a kavics vagy az agyag kitermelése jelentős mennyiségű sekély vizű tavat hozott létre. A vizes élőhelyek (“wetlands”) kifejezést gyakran a sekély tavakra, valamint az azt körülvevő mocsaras ill. lápos területekre értik. Ezek az élőhelyek a vadon élő állatokban, különösen a vízimadarakban, igen gazdagok. A kis tavak a sűrűn lakott területeken rekreációs szempontból is létfontosságúak lehetnek. A halászat, az úszás, a csónakázás és a madármegfigyelés nagy közönséget vonz. A múlt században a vizes területek minősége számottevően romlott és mennyisége drámaian csökkent. A mezőgazdasági célú vízelvezetés világszerte leredukálta a vizes élőhelyek számát, míg az eutrofizáció számos vizes élőhely közösségét radikálisan megváltoztatta (Scheffer, 2004). Magyarország természetes állóvizei között kizárólag sekély tavak találhatóak. A Kárpát-medencében, jó néhány sekély tó egyedülálló természeti értékekkel rendelkezik, amelyek számtalan esetben globális szinten is különlegesnek számítanak, ezért nagy részük természetvédelmi oltalom alatt áll. A kutatás tárgyát képezi Közép-Európa legjelentősebb állóvize (Balaton), Magyarország egyik legjelentősebb édesvízi mocsara (Kolon-tó), a Kiskunsági Nemzeti Parkban megtalálható fontos természeti értéket képviselő szikes tavak (Zab-szék, Sós-ér), hazánk legnagyobb kiterjedésű szikes tava (Fertő) és a Hargita megyei ikerkráter magashegyi tőzeglápja és tava (Mohos, Szent Anna-tó). A mikroorganizmusok a legtöbb élőhely biogeokémiai körforgalmának és a tápanyagok transzformációjának kulcsszereplői, amelyet már a 1940-es években felismertek (Lindeman, 1942). Egyes baktériumok számára fontos energia- és szénforrások lehetnek a növényi eredetű, a vizek barna színét adó, perzisztens huminanyagok, amelyeket a limnológusok gyakran színes oldott szerves anyagok (CDOM) néven emlegetnek. A CDOM közvetlen és közvetett hatása, továbbá puffer szerepe révén jelentősen befolyásolja a vizek bakteriális és alga közösségének összetételét és aktivitását. A fent leírtak alapján a CDOM tartalmában eltérő, Kárpát-medencei sekély tavak vizsgálata szükségszerű, mivel a sekély tavak jelentős szerepet vállalnak a globális anyagforgalmakban (Sobek és mtsai, 2006; Cole és mtsai, 2007; Downing, 2010). Ezen

6 tavak biogeokémiai ciklusának megismeréséhez hozzátartozik az itt élő mikrobaszervezetek összetételének és szerepének feltárása is. A disszertációmban a sekély tavak bakteriális közösségének összetételét befolyásoló tényezőket vizsgáltuk meg, különösen figyelembe véve a CDOM koncentrációt. Célunk volt kideríteni, hogy a tavak bakteriális közösség összetétele, aktivitása, metabolikus potenciálja, továbbá az alga közösségek összetétele hogyan változik a CDOM gradiens mentén a nyári időszakban, továbbá, hogy az azonos CDOM koncentráció mellett az uralkodó vízinövényzet típusából adódó eltérések befolyásolják-e a bakteriális közösségek összetételét.

3. Irodalmi áttekintés

3.1. Sekély tavak 3.1.1. A sekély tavak általános jellemzői

A kis és sekély kontinentális tavak a Föld vízkészletének csupán kis százalékát alkotják (Wetzel, 2001), ennek ellenére fontos szerepet játszanak a globális ökológiai rendszerekben, a biodiverzitás megőrzésében, a szénkörforgalom és az üvegházhatás alakulásában is (Cole és mtsai, 2007; Williamson és mtsai, 2008 és 2009). Az elmúlt évszázad végéig (az 1990-es évek elejéig) a kis, sekély tavak kutatása háttérbe szorult a nagy tavakhoz és óceánokhoz képest (Downing, 2010), annak ellenére, hogy később kiderült, hogy ezek a kis tavak szinte minden tekintetben aktívabbak és összetettebbek a nagy tavakhoz, a tengerekhez és a szárazföldi ökoszisztémákhoz képest (Meerhoff és Jeppesen, 2009). A sekély tavak definícióját nehéz egyértelműen megadni. Általában szubjektív fogalom, legelterjedtebb meghatározás szerint az 5-6 m-nél nem mélyebb tavakat tekintik sekély tavaknak, de ennek kevés tudományos alapja van. E tavak morfológiai alapú besorolása elfogadottabb a Håkanson-féle dinamikus arány (DR) (Håkanson, 1982) figyelembevételével, amely egy tó km2-ben mért felülete négyzetgyökének és méterben mért átlagos mélységének a hányadosa. Ezt az arányt használták fel Bachmann és mtsai (2000), akik 36 sekély, floridai tó vizsgálatán keresztül megállapították, hogy ha a DR 0,8- tól nagyobb, akkor az adott tóban a tó teljes területén az üledék a szél keltette hullámzás miatt nagy valószínűséggel felkeveredik. Ezzel a tavak osztályozhatók, a DR a sekélység mértékét is jellemzi. A sekély tavak elkülönítéséhez nem csak a morfológiát kell figyelembe venni, a vizsgált víztestnek számos egyéb fizikai kritériumnak is meg kell felelnie (Kutics, 2013). Az első kritérium szerint a tó aljzata a víztesttől hosszabb időszakra nem különül el, emiatt a vízoszlop és az üledék felső egy-két cm-es rétege között erős interakció, anyagátadás van (Kutics, 2013). A második kritérium, hogy a nyári időszakban (trópusokon egész évben) a sekély tavakban nem alakul ki állandó felső, melegebb vízréteg (epilimnion) és hidegebb alsó réteg (hipolimnion), azaz függőleges irányban a vízoszlopban nem alakul ki tápanyag koncentráció és hőmérséklet gradiens (ill. vagy elhanyagolható mértékű, vagy naponta megszűnik az éjszakai lehűlés következtében) (Scheffer, 2004). Mindezek alapján, a sekély

8 tavakban a szél által gerjesztett hullámzás okozta üledék felkeveredés gyakori (polimiktikus tavak), akár mindennapos jelenség is lehet (Meerhoff és Jeppesen, 2009). Ezzel szemben igen sok mély tó esetén e felkeveredés csak évente egyszer vagy kétszer történik meg (Kutics, 2013). A sekély tavak nemcsak a fent említettekben, hanem számos egyéb tulajdonságban is elkülönülnek a mély tavaktól (3.1. táblázat).

3.1. táblázat. A sekély és a mély tavak összehasonlítása Cooke és mtsai (2001) alapján. Jellemző Sekély tavak Mély tavak Vízgyűjtő területe a tó méretéhez képest nagy kicsi Külső foszfor terhelésre való érzékenység kicsi nagy Polimiktikus gyakran ritkán A bentikus és a pelágikus régió kapcsolatban van gyakran ritkán Belső terhelés hatása a fotikus zónára jelentős csekély Halbiomassza egységnyi mennyiségre magas alacsony A halak predációjának mértéke a zooplanktonon magas alacsony Algabiomassza általi tápanyag kontroll alacsony magas Biomanipulációra való érzékenység magas alacsony Téli halpusztulás valószínűsége magas alacsony Gyökerező növények aránya magas alacsony A madarak és a csigák hatása a tó metabolizmusára jelentős csekély Makrofiton mentes, nyíltvízi rész csekély jelentős

Magyarországról hiányoznak a nagy vízfelületű és vízmélységű természetes tavak, ahol lehetőség van a tavon belüli hőmérsékleti rétegződésre (Felföldy, 1981), ezért hazánkban kizárólag sekély tavakkal találkozhatunk.

3.1.2. A sekély tavak alternatív egyensúlyi állapotai

A sekély tavaknak alternatív állapotai közötti egyensúlyt már az 1990-es években leírták (Scheffer és mtsai, 1993). Az alternatív egyensúlyi állapot hipotézis azt mondja, hogy külső zavarások ellenére is viszonylag stabil, ám mégis különböző környezeti állapotok fordulhatnak elő egy adott élőhely esetében (3.1. ábra). A mérsékeltövi, sekély tavak (akár ugyanazon tó különböző részei) kis és közepes tápanyag koncentráció mellett [maximum 150 µg l-1 teljes foszfor koncentrációig (TP)] tiszta, nagy biodiverzitású makrofiton dominálta állapotúak (3.1.A. ábra), vagy magasabb tápanyag koncentráció

(akár 1 mg l-1 TP) mellett turbid, alacsonyabb biodiverzitású, fitoplankton dominálta állapotban (3.1.B. ábra) képesek létezni (Meerhoff és Jeppesen, 2009).

3.1. ábra. A sekély tavak két alternatív állapotának (A-B) ábrázolása Scheffer (2004) alapján ill. az állapotok átalakulásának modellje (C), a tápanyagok (foszfor) gradiens tekintetében egy harmadik alternatív állapottal kiegészítve Meerhoff és Jeppesen (2009) alapján. A makrofiton dominálta állapotban a növényzet a madarak és a pelágikus halak számára kiváló rejtőzködési lehetőséget nyújt (A), a fitoplankton-dominálta állapotban szinte hiányzik a vízinövényzet, ezért a bentikus halak és a hullámok teljesen felkavarják az üledéket, a víz turbid állapotát eredményezve (B).

A sekély tavak fitoplankton és makrofiton uralta állapota a tó nekton, plankton (Kuiper és mtsai, 2017) és madárvilág (van Altena és mtsai, 2016) összetételében is eltér (3.1.C. ábra). A harmadik alternatív, az ún. lebegő (nem gyökerező, úszó levelű - “free floating”) makrofiton uralta állapot leginkább a szubtrópusi, trópusi tavakban alakulhat ki (Scheffer és mtsai, 2003), amely nagy tápanyag koncentráció és stabil, meleg vízoszlop mellett lehetséges, hiszen a nem gyökerező, úszó levelű makrofiton nehezen fér hozzá az üledékből származó tápanyagokhoz, így azokat csak a vízoszlopból tudják felvenni (Meerhoff és Jeppesen, 2009).

A sekély tavakban gyakran fordulhatnak elő hatalmas méretű változások, amelyeket akár belső, akár külső tényezők is okozhatnak (pl. tápanyag, időjárás, vízszint, halgazdálkodás indukálta változás stb.) (Scheffer, 2004). A két fő, viszonylag nagy stabilitású állapot képes többször is egymásba átalakulni, annak ellenére, hogy a nagyobb sekély vizekben a szél okozta folyamatos üledék felkeveredés megnehezíti a magasabb rendű növények megtelepedését (Blindow és mtsai, 1993). A fent említett három állapot azonban voltaképpen szélsőséges példa ezekre az eltolódásokra, a valóságban nem csak ezek léteznek. A tóközösség változása az eutrofizáció gradiense mentén folytonosnak tekinthető, ahol a kritikus pontokon a közösség összetételében drámai eltolódás is végbe mehet: az addig domináns fajok eltűnnek, és helyüket más fajok veszik át (Scheffer és van Nes, 2007).

3.1.3. A sekély tavak anyagforgalma

A detrituszból dekompozíció során képződő, oldott szerves anyag (DOM) jellemzően 0,1-10 mg l-1 koncentrációban fordul elő szinte minden vizes környezetben (egyre gyakrabban: „wetland”), a biogeokémiai körülmények és az éghajlat függvényében. A DOM mineralizációja a tápanyagok (foszfor, nitrogén) felszabadulásához vezet. Azonban a sekély és mély tavak tápanyag elérhetősége és dinamikája szezonálisan eltérő. Mély tavaknál nyáron a vízoszlop tápanyag vesztesége folyamatos, nyár végére a foszfor tartalmának akár fele az iszapba süllyedhet, és a vízoszlopba csak az őszi teljes keveredéssel kerül vissza (Guy és mtsai, 1994). Ezzel szemben a nyári időszakban a sekély tavak folyamatos keveredése biztosítja az üledék és a vízoszlop közötti kapcsolatot, emiatt a pelágikus részén nincsen tápanyagveszteség (Scheffer, 2004). Sőt, a nyári időszakban akár 57%-kal is nőhet a vízoszlop tápanyag koncentrációja (Riley és Prepas, 1985). A sekély tavakban nyáron az üledék magas hőmérséklete miatt a mineralizáció intenzitása növekszik (Likens, 2010), ez vezet az üledékből való tápanyag felszabadulásához (Jeppesen és mtsai, 1997). Ezek a folyamatok fokozzák az eutrofizációs hatásokat. A foszfor a kontinentális állóvízi ökoszisztémák egyik legfontosabb limitáló tényezője, ezért a foszfor forgalmának ismerete a sekély tavakban is nagyon fontos. A sekély tavak folyamatos keveredése a tápanyagok gyors visszakerülését eredményezi az üledékből a vízoszlopba, azonban előfordul, hogy az eutrofizáció során képződő foszfor kötött állapotban marad az üledékben. Így a foszfor csak később szabadul fel és kerül

11 vissza a vízoszlopba, amely több éven keresztül késleltetheti a tó autochton terhelésre adott válaszát. Voltaképpen az üledék egyfajta foszfor pufferként működik a vízoszlop számára. Az üledékből történő foszforfelszabadulást több tényező befolyásolja (Meerhoff és Jeppesen, 2009). A vas meghatározó szerepet tölt be a foszfor megkötésében, hiszen oxidált állapotban (Fe3+) képes a foszfor megkötésére. Az oxigén jelenlétén kívül a kémhatás is befolyásol: a magas pH csökkenti a vas foszforkötő kapacitását, amely például intenzív fotoszintetikus aktivitás miatt is létrejöhet. A sekély tavakban ebből kifolyólag az üledék dekompozíciója/mineralizációja és felkeveredése (reszuszpenziója) kulcsfontosságú a belső foszfor ciklus szempontjából (SRP képződése, szállítása, redukált környezet kialakulása). Alacsony turbulencia esetén az oxigénellátás nem elegendő az üledék felszínén lévő bakteriális közösség O2 felvételének ellensúlyozására, amely anaerob körülményeket eredményez, így oxidált vas hiányában a foszfor felszabadul (Scheffer, 2004). Ritkábban számolnak be a nitrogén limitáló hatásáról, azonban a nitrogén számos tulajdonsága miatt ugyanolyan fontos szerepet tölt be a vízi ökoszisztémákban. A nitrogén az üledékben nem halmozódik fel erőteljesen, az ammonifikáció során a detrituszból a vízoszlopba nitrogén kerül, az algák és a makrofiton számára hasznosítható ammónia formájában (ami nitrifikáció révén nitráttá alakulhat tovább). A denitrifikáció során, a nitrogén anaerob körülmények között képes gáz formájában kibocsájtódni a légkörbe, míg egyes cianobaktériumok a légköri nitrogént képesek megkötni, és így ellensúlyozva az esetlegesen fellépő nitrogénhiányos állapotot (Scheffer, 2004). Az 1950-es évektől a nitrogén hozzáférhetősége a mezőgazdasági tevékenységek miatt növekedett (műtrágyák bemosódása az talajvízbe). Általában a foszfor limitálja az elsődleges termelést, de ez eltérhet attól függően, hogy fitoplankton vagy makrofiton uralta sekély tóról van szó. Alacsony nitrogén koncentráció az utóbbira jellemző, mégis a makrofiton uralta sekély tavak ellenállóbbak a külső perturbációval (zavaró hatással) szemben. Azonban megfigyelhető, hogy 1 mg l-1 össznitrogén (TN) koncentráció felett fokozatosan csökken a makrofiton diverzitása (Scheffer, 2004; Meerhoff és Jeppesen, 2009). A sekély tavak anyag- és energiaforgalmában fontos szerepet játszanak, a mikrobiális szervezetek mellett, a fitoplankton, makrofiton és az állati szervezetek is. A sekély tavak anyagforgalmának általános sémáját a 3.2. ábra szemlélteti.

3.2. ábra. A sekély tavak anyagforgalmának sematikus ábrázolása. DOM: oldott szerves anyag, POC: partikulált szerves anyag. Az ábrán nincs az összes lehetséges útvonal feltüntetve az érthetőség miatt.

3.2. A vízinövények szerepe a sekély tavakban

A vízinövények fontos szerepet töltenek be a sekély tavak életében, és összetettebb módon befolyásolják azt, mint a fitoplankton. Amikor a makrofiton szervezetek a litorális régióban megtelepednek, az áramlás energiájának csökkentésén és a hőgradiens létrehozásán keresztül megváltoztatják és stabilizálják a parti régió mikroklímáját és ökoszisztémáját (Likens, 2010). A makrofiton állományok évszázadokon keresztül változatlan fajösszetételűek lehetnek, azonban reagálnak a vízminőség, a vízszint és más környezeti tényezők változásaira, például a nagymértékű tápanyag növekedés problémát okozhat diverzitásuk stabilitásában (Pokorný és Květ, 2005). A makrofiton osztályozható életformája alapján. Eszerint megkülönböztetünk gyökerező és nem gyökerező szervezeteket. A makrofiton lehet (I) gyökerező, kiemelkedő (emerz), (II) gyökerező, úszó levelű, (III) nem gyökerező, úszó levelű, (IV) gyökerező, víz alatti (szubmerz) és (V) nem gyökerező, víz alatti szervezet (3.3. ábra). A vízinövényzet bonyolult módon befolyásolja a tápanyagok dinamikáját is. Az élő és a holt makrofiton szervezeteknek is fontos funkciója van a lokális tavi

13 anyagforgalomban. Az élő vízinövények fotoszintézise által kialakult magas pH, a már említett módon, az üledék foszfor felszabadulásához vezethet, amely növelheti a vízoszlop foszfor tartalmát, azonban ezzel ellentétes hatása is lehet, hiszen a gyökerező vízinövényzet csökkenti a turbulenciát és ezáltal az üledék felkeveredését (reszuszpenziót) (Scheffer, 2004).

3.3. ábra. „Wetland” növényi életformák példákkal. A: kiemelkedő Phragmites australis (közönséges nád), B: úszó levelű Nymphaea alba (fehér tündérrózsa), C: víz alatti Utricularia vulgaris (kis rence). A Kolon- tóban jellemző makrofitonokról a fényképeket Vörös Lajos készítette.

A tápanyag forgalomban betöltött szerepük mellett az élő makrofiton fontos élőhelyet biztosít más szervezeteknek (pl. baktériumok, gerinctelenek, kétéltűek, halak és vízimadarak). Bizonyos gerinctelen (pl. szitakötők) és gerinces állatok (pl. kétéltűek, halak) szaporodási helyként használják a makrofiton állományokat, mindemellett sok gerinctelen (pl. rovarok, rákfélék) és gerinces (pl. vízi szárnyasok, halak) szervezet számára a makrofiton fő tápanyag forrás is (Likens, 2010). A holt makrofiton dekompozíciója során képződő DOM a tápanyagok (szén, nitrogén és foszfor) körforgalmához nagymértékben hozzájárul, továbbá a DOM jelentős része perzisztens, sárgásbarna színű huminanyagokká alakulhat. A mineralizáció révén anoxikus körülmények is kialakulhatnak, amely, mint azt korábban említettük, a vas- kötéses foszfor felszabadulását segítik (Wetzel, 2001). A növényi anyagok lebomlását

14 belső és külső tényezők egyaránt befolyásolják. A legfontosabb belső tényező a növényi tápanyagtartalom, a szén/nitrogén és a szén/foszfor arány (Enríquez és mtsai, 1993), míg a külső tényezők a víz fizikai és kémiai tulajdonságai, mikrobiális és egyéb lebontó közösségek összetétele és mennyisége (Sollins és mtsai, 1996). A makrofitonban és annak detrituszában lévő tápanyagok felszabadulása arányos a dekompozíció sebességével (Pokorný és Květ, 2005; Enríquez és mtsai, 1993). A különböző makrofiton fajok eltérő tápanyagtartalommal rendelkezhetnek (3.2. táblázat), ezáltal a bomlási sebességük és a kibocsátott tápanyag mennyiségük is különböző.

3.2. táblázat. A Kolon-tóra jellemző vízinövények átlagos tápanyag összetétele (irodalmi adatok alapján). Minden adat száraz tömegre vonatkozik. Faj C% N% P% C:N C:P Szerv Referencia Adamec (1997), Hornibrook és Utricularia vulgaris 41,8 2,5 0,19 17 220 hajtás mtsai (2000) Newman és mtsai (2004), Nymphea alba 44,5 2,5 0,09 18 494 levél Mackie és mtsai (2005) Phragmites australis 47,5 0,3 0,03 158 1583 hajtás van der Valk és mtsai (1991)

3.2.1. A vízinövények hatása a fitoplanktonra

A makrofiton fitoplanktonra gyakorolt gátló hatását jó néhány kutatás bizonyította (Scheffer és mtsai, 1997; Søndergaard és Moss, 1998; Guo-feng és mtsai, 2014). Számtalan mechanizmus felelős lehet azért a jelenségért, hogy általában alacsonyabb fitoplankton biomasszát észlelnek makrofiton jelenlétében, mint hiányában (Pełechaty és mtsai, 2006), mivel a makrofiton közvetve és közvetlenül is képes hatni a fitoplankton mennyiségére, a közösség összetételére és a szervezetek méretére is. Közvetett hatás például, hogy a makrofiton a fitoplankton mennyiségét drasztikusan befolyásoló algaevő szervezetek részére (pl. nagyméretű zooplankton fajok) búvó- és élőhelyet biztosít a predátoraik (pl. halak) ellen (Timms és Moss, 1984). Azonban a zooplankton nemcsak a makrofiton állományon belül fordul elő nagy számban, hanem abban az esetben is nagyobb predációs nyomást gyakorol a fitoplanktonra, ha a tó több mint 3%-át sűrű makrofiton fedi le, így a zooplankton predációs nyomása a makrofiton állományon kívül is jelentősen megnövekedhet (Søndergaard és Moss, 1998). A makrofiton jelenléte csökkenti a víz turbulenciáját, ennek köszönhetően a szedimentáció (ülepedés) sebessége növekszik és az üledék reszuszpenziója csökken. Ezek szintén olyan

15 közvetett tényezők, amelyek negatívan befolyásolhatják a fitoplankton közösséget (Søndergaard és Moss, 1998). A makrofiton árnyékoló hatása, a tápanyagfelvételért történő versengés és allelopátiás mechanizmusai közvetlenül hatnak az algák fotoszintézisére. Az árnyékolás miatt a csökkent fényviszonyok általában negatívan befolyásolhatják a fitoplanktont. Az árnyékolás hatása függ a makrofiton típusától, sűrűségétől és felületétől (Søndergaard és Moss, 1998). A makrofiton jelenléte a víz tápanyag összetételét is befolyásolja (lásd előző fejezet), de néhány tápanyag (K, P, Ca, Na, kivéve N) makrofiton akkumulációja a víz tápanyag koncentrációjától függ (Shardendu és Ambasht, 1991). A makrofiton fajok képesek allelopátiás metabolitokat kibocsátani magukból, amelyek pozitív vagy negatív hatással lehetnek a fitoplankton produkciójára és biomasszájára, így akár az alga közösség struktúráját is megváltoztathatják. Az emerz törpe kálmos (Acorus gramineus) nagy mennyiségben fenil-propanoidot tartalmaz, amely gátolja a cianobaktériumok és az algák növekedését (Greca és mtsai, 1989). A rendkívül kompetitív és magas allelopátiás aktivitással rendelkező békaszittyó (Juncus effusus) algicid hatása a dihidro-fenantrén és a tetrahidropirán aglikon vegyületekkel hozható összefüggésbe (Greca és mtsai, 1996). Azonban laboratóriumi körülmények között nem ill. kis mértékű allelopátiás hatást dokumentáltak (Gross és mtsai, 2007), annak ellenére, hogy a jelenség létezik. A sok ellentmondás a megfelelő vizsgálatok hiányából származik, továbbá az inhibitorok nem megfelelően alkalmazott koncentrációjából vagy a célszervezetek téves feltételezésből (Gross, 2003). Ez is azt bizonyítja, hogy a kísérleteket ökoszisztéma szintjén átgondoltan fontos elvégezni. Mindazonáltal e tényezők jelentősége is háttérbe szorulhat egyes esetekben. Wu és mtsai (2007) nagy mennyiségű fitoplankton biomasszát észleltek turbid, tápanyag gazdag vízben, ahol jelentős makrofiton-borítottság volt jellemző, és bizonyos esetekben előfordul, hogy az árnyékolás paradox módon pozitívan hat a fitoplankton abundanciára (Yamamichi és mtsai, 2018).

3.2.2. A vízinövények hatása a bakterioplanktonra

Habár a vizes környezetekben általában a planktonikus baktériumok által felhasznált DOC elsődleges termelője a fitoplankton, a kisebb, mérsékelt övi tavakban a vízinövényzet is fontos forrása lehet a DOC-nak és szervetlen tápanyagoknak (Kalff és

Rooney, 2003). A gazdag makrofiton borítottságú sekély tavak esetében tehát, a baktériumok számára leginkább a nem fitoplankton eredetű források játszhatnak fontos szerepet, főleg ősszel, a vegetációs időszak végén, amikor a növényi eredetű detritusz bőségesen rendelkezésre áll (Wehr és mtsai, 1999). A makrofiton befolyásolja a bakterioplanktont, a limitáló tápanyagok elérhetőségén keresztül (Huss és Wehr, 2004), mivel a baktériumok számára a bomló makrofiton fontos nitrogén- és foszforforrás. A makrofitonok különböző fajai azonban különböző kémiai (tápanyag) összetétellel rendelkeznek (3.2. táblázat), amely eltérő tápanyagtartalmú szubsztrát-felszabadulást eredményez. A makrofiton állomány domináló fajai ezáltal meghatározók lehetnek a baktériumok szempontjából (Wu és mtsai, 2007; Hempel és mtsai, 2009; Zeng és mtsai, 2012). A makrofiton allelopátia révén, hasonlóan az előző fejezetben az algákkal kapcsolatban említett módon, az allelokemikáliák kibocsátásával befolyásolhatja a bakterioplankton összetételét és produkcióját is (pl. vízi liliom antociánjai). Gyakori az allelokemikáliák bakteriális metabolizálása. A Myriophyllum spicatum (füzéres süllőhínár) által kibocsátott anyagok az idő előrehaladtával a folyamatos bakteriális degradáció miatt egyre gyengébb antimikrobiális hatást váltanak ki az algákon és a cianobaktériumokon (Gross, 2003). Azonban a makrofiton bomlása során felszabaduló vegyületek között is lehet antimikrobiális ill. baktériumokra szelektív hatású (Murray és Hodson, 1986). Laboratóriumi körülmények között bebizonyosodott, hogy számos makrofiton vizes kivonata jó néhány baktérium növekedésének gátlására képes (Rahman és Junaid, 2008; Younis és mtsai, 2017). Összességében tehát, az élő és holt makrofiton közvetve és közvetlenül is befolyásolhatja a bakterioplankton növekedési ütemét, abundanciáját és aktivitását is (Murray és Hodson, 1986). Ugyan a bakteriális diverzitásra általában negatív hatással van a makrofitonok jelenléte, az áramlási sebesség és az üledék keveredésének csökkenése miatt, ugyanakkor a makrofiton lehetővé teszi az epifiton bakteriális közösség kialakulását, amely viszont növeli a bakteriális diverzitást (Wang és mtsai, 2016).

3.3. A huminanyagok általános jellemzése

A természetes vizekben a huminanyagok a DOM egyik legfontosabb részét képzik (Philippe és Schaumann, 2014). Általánosan elfogadott, hogy a huminanyagok az elhalt növényi anyagokból származó makromolekulák (lignin, cellulóz) bomlásán és oxidálásán

17 keresztül, a hozzájuk kapcsolódó egyéb növényi eredetű kisebb molekulákkal (fehérjék, szénhidrátok) alkotott komplexeiből, a humifikáció folyamata során képződnek (Wetzel, 2001). A huminanyagok fogalmát többféleképpen is meghatározták. Stevenson (1994) szerint a huminanyagok színe barnától feketéig változhat, viszonylag nagy molekulatömegűek, másodlagos szintézis reakciók által képződnek. Tipping és Cooke (1982) természetes vizekből gyantára abszorbeálva elválasztható, oldható, barna színű szerves anyagnak írta le. Aiken és mtsai (1985) definíciója ettől részletesebb: a huminanyagok olyan természetesen előforduló, biogén, nehezen bomló (perzisztens), nagy molekulatömegű, heterogén szerkezetű szerves anyagok csoportja, amely színe sárgától feketéig terjedő skálán jellemezhető. A huminanyagok definíciója újabb megfogalmazásban inkább a kémiai tulajdonságaiba és származásába nyújt betekintést: MacCarthy (2001) szerint a huminanyagok rendkívül összetett, amorf, kémiailag reaktív, mégis perzisztens anyagok, amelyek a korai diagenezis (üledék kőzetté alakulása) során képződnek. A környezetben sokféle folyamat révén létrejöhetnek, amelybe beletartoznak a molekulák (pl. prekurzorok) véletlenszerű kémiai reakciói és átalakulásai is. Mivel a huminanyagok heterogén szerkezetűek, így a tiszta izolálásuk nehézkes, ezért összetételükről és tulajdonságaikról csak általános információkat és predikciós szerkezeti modelleket közöltek. A huminanyagok jellemzőik (színük, pH függő oldhatóságuk, molekulatömegük, elemi összetételük és funkciós csoportjaik) alapján általánosan három csoportra oszthatók: (I) a sárga színű, minden pH értéken vízoldékony fulvósavakra, (II) a barna színű, erős savas pH értéken (pH <2) nem oldódó huminsavakra, és (III) a fekete színű, oldhatatlan humin frakcióra (Wetzel, 2001) (3.4. ábra). A huminanyagok szerkezete nehezen meghatározható a fent említett heterogenitásuk és metodikai problémák miatt, de a hipotetikus molekula szerkezetének meghatározására több erőfeszítés is történt. Stevenson (1994) megállapította, hogy a huminanyagok cukor lánccal és peptid résszel jellemezhetőek (3.5. ábra), továbbá Duan és Gregory (2003) leírta, hogy a huminanyagok, frakciókként eltérő mértékben, karboxil és fenol eredetű funkciós csoportokat tartalmaznak: a fulvósavakban gyakoribb a karboxil csoport, ez a nagyobb mennyiségű oxigén molekula jelenléte miatt feltételezhető. A huminanyagok megfeleltethetők a színes oldott szerves anyagoknak (CDOM), amelyeket a szakirodalom „kromofór” oldott szerves anyagként is emleget, hiszen az oldott huminanyagok kölcsönöznek a víznek barna színt, ill. ez egy optikailag mérhető komponense a DOM-nak (Steinberg, 2005).

3.4. ábra. A huminanyagok típusai és tulajdonságai Stevenson (1994) alapján. Da: dalton.

A huminanyagoknak számos ökológiai szerepe van. Az édesvizekben általában az DOM jelentős részét (akár 85%-át) a huminanyagok képezik (Thurman, 1985). Több vizsgálat alátámasztotta, hogy a baktériumok számára nem csak a könnyen hozzáférhető DOC lehet energia- és szénforrás, hanem az ellenállóbb huminanyagokat is hasznosítani képesek (Moran és Hodson, 1990b).

3.5. ábra. Egy tipikus funkciós csoportokat tartalmazó huminsav molekula képlete Stevenson (1994) alapján. R: nem meghatározott alkil csoportok.

A huminanyagok aktív résztvevői lehetnek számtalan fotokémiai reakciónak, úgymint fotoszenzitizáció és fotoinkorporáció, ahol UV fény hatására reagálhatnak más anyagokkal. Ezen reakciók során akár káros átmeneti fotolitikus termékek is képződhetnek, mint a szinglet oxigén, a peroxid gyökök, a szuperoxid és a gerjesztett gyök állapotú huminanyagok. Ezek reakcióba léphetnek más oldott anyagokkal is (Cooper és mtsai, 1988). Továbbá, valószínűleg az UV fény degradációs hatására képződött fotolitikus humin termékek a baktériumok számára könnyebben bonthatók (Wetzel és mtsai, 1995).

A huminanyagok képesek más vegyületekkel komplex- és kelátképzésre, illetve azok adszorpciójára. A huminanyagok a nagy mennyiségű oxigéntartalmú funkciós csoportjaik révén komplexeket tudnak képezni a fémekkel, a kationokkal, a hidrofób szennyező anyagokkal, így a komplexképző tulajdonságuk miatt csökkenthetik a vizek toxicitását. Alacsony pH-n a huminanyagok vas ion jelenléte mellett képesek megkötni a szabad foszfátot, amely így a vízi szervezetek számára nem lesz hozzáférhető, csak enzimatikus lízis útján, így az egyes szervezetek számára a tápanyagokhoz való hozzáférhetőséget növelhetik. A huminanyagok ún. puffer szerepet töltenek be a vizes környezetekben (Steinberg, 2005). A huminanyagok befolyásolják a víz alatti fényklímát is, mivel erős UV abszorpcióra képesek. Ha több a huminanyag, akkor csökken a fényintenzitás és a fény spektrális összetétele a vörös felé tolódik el. Az előbbi az eufotikus zóna méretének csökkenését okozza, amely az elsődleges termelés csökkenését eredményezi, míg az utóbbi az algaközösség összetételének megváltozásáért felelős (Prakash és mtsai, 1973; Stomp és mtsai, 2007). Az algaközösségre gátló hatással lehetnek az UV-val megvilágított, huminanyag tartalmú vízben végbemenő egyéb, algicid folyamatok is (Gjessing, 1991).

3.4. Az édesvízi fito- és bakterioplankton domináns csoportjai 3.4.1. Tipikus fitoplankton csoportok édesvizekben

A fitoplankton diverz és polifiletikus, planktonikus algacsoportok együttese. Ezeknek a szervezeteknek a fiziológiájuk és a környezeti tényezőkre adott válaszaik eltérhetnek (Wetzel, 2001), és a mérettartományuk alapján osztályozhatók (3.3. táblázat). A fitoplankton közösség domináns csoportjai folyamatosan változhatnak (Wetzel, 2001). A változás lehet napszakos, évszakos, vertikális és horizontális is. Mivel a szervetlen tápanyagok elsődleges hasznosítói, ezért a fitoplankton összetétele jól és gyorsan tükrözi a tavakban végbemenő vízminőségi változásokat. A fitoplankton szervezeteinek tudományos kutatása évszázadokra nyúlik vissza, azonban ez a mai napig is nehézségekkel járhat, mivel sok esetben egy bizonyos típusú vizes környezet domináns csoportjainak meghatározását nem lehet néhány mintavételből megállapítani, a hosszú távú szezonális vizsgálatok akár évekbe is telhetnek. Ugyan az

1980-as évek végén megalkották a plankton szukcessziós modellt (PEG), azonban ez csak a mérsékeltövi mély tavakra alkalmazható (Sommer és mtsai, 1986), amely az előző fejezetekben leírtak alapján, Magyarországon nem használható.

3.3. táblázat. A fitoplankton méretosztályai O’Sullivan és Reynolds (2008) alapján módosítva (a femtoplanktonban (<0,2 µm) és a megaplanktonban (>2 cm) nem találhatóak fitoplankton taxonok). Név Mérettartomány Példa taxonok pikoplankton 0,2-2 µm Synechococcus, Chlorella- és Nannochloris-rokon zöldalgák nanoplankton 2-20 µm Rhodomonas, Chlorococcales rendbe tartozó zöldalgák, kis chrysophyták mikroplankton 20-200 µm Asterionella, Ceratium, fonalas cianobaktériumok mezoplankton 0,2-2 mm Gloeotrichia, Aphanizomenon, láncképző Pennales kovamoszatok makroplankton 2-20 mm extrém nagyméretű Microcystis kolóniák

A sekély tavak fitoplankton közösségeiben könnyen átalakulhat a domináns szervezetek aránya. A tavak összehasonlításának elősegítésére az ökológusok a közösséget alkotó algafajok volumetrikusan becsült biomasszájának vizsgálatát helyezik előtérbe, amely nemcsak a domináns fajokról szolgálnak információt. Manapság a funkcionális csoportok szerint végzett vizsgálatok és a közösség szerkezetének elemzése egyre népszerűbb a kutatók körében (Reynolds és mtsai, 2002; Morabito és mtsai, 2007; Padisák és mtsai, 2008), amelyek során az algákat az élőhelyük, adaptív tulajdonságaik és érzékenységük alapján sorolják csoportokba. A funkcionális csoportok osztályozása több kritérium szerint is létrejöhet (pl. morfológiai, taxonómiai; Salmaso és mtsai, 2015), a disszertációban a fenológiai, ökológiai és funkcionális tulajdonságokat figyelembe vevő Reynolds-féle osztályozást használtuk (Függelék 1. táblázat; Reynolds és mtsai, 2002). A fitoplankton biomasszája tavanként elég változó lehet. A tápanyagban gazdag, sekély tavakban a fitoplankton biomassza gyakran 600-700 mg Chl m-3, esetenként 800- 1000 mg Chl m-3 is lehet (Reynolds, 2006). A sekély tavakban jellemzően r stratégista fajok dominálnak. Mivel a fluktuáció gyakori, a kisebb vízoszlop miatt ezek a tavak az időjárás változását gyorsan követik. A sekély tavak fitoplanktonjában gyakoriak az egysejtű nanoplanktonikus algák, amelyek általában az X1 csoport apró gömb alakú zöldalgái (Chlorella, Monoraphidium spp.), az X2 csoport flagellátái (Chlamydomonas, Plagioselmis, Chrysochromulina), az Y csoportba tartozó chryptophyták és a kis peridinoid dinoflagelláták közül kerülnek ki. A W1 csoport képviselői gyakran fordulnak elő kis tavakban, főleg euglenoidok (Phacus, Euglena), chrysophyták (Synura spp.) és kis volvokális kolóniák (Gonium), amelyek hazánkban a Phacotus taxonnal együtt jelennek meg az alkalikus vizekben (YPH alcsoport;

Padisák és mtsai, 2003). A nagyobb zöld kolóniák létrehozásáért a G csoport (Volvox, Eudorina, Pandorina) felelős. A kolóniás chrysophyták (Dinobryon spp.) szintén abundánsak az enyhén alkalikus kis tavakban, ha a CO2 nagy mennyiségben van jelen. A kis tavakban a planktonikus diatomák nem gyakoriak, de a D csoport néhány tagja (Stephanodiscus, Synedra), ill. a gyakori hullámzásnak kitett sekély vizekben tychoplanktonikus (Gyrosigma, Suriella, Melosira) és meroplanktonikus (Aulacoseira) szervezetek is előfordulhatnak. Azonkívül a B, C, N, P és K csoport diatomái (Bacillariophyceae) és dezmidjei (Desmidales) is jelentősek lehetnek ezekben a tavakban, ha megfelelő környezet biztosítva van számukra (Reynolds és mtsai, 2002; Reynolds, 2006). A fitoplankton összetétele többek között függ a trofitási szinttől, a tápanyagok felszabadulásának sebességétől és az évszaktól is. Egyes esetekben jellemző lehet egyetlen taxon dominanciája, amely szinte minden más fajt teljesen kiszorít a közösségből. Ilyenek lehetnek bizonyos S1 csoportbeli fonalas cianobaktériumok, amelyek előnyt élveznek a többi algával szemben. Ezek a cianobaktériumok (pl. Pseudanabaena fajok) nem annyira érzékenyek a tápanyag limitációra, a zooplankton számára nehézkes a kiszűrögetésük, továbbá rendkívül hatékony fénygyűjtő antenna rendszerrel rendelkeznek (Reynolds, 2006).

3.4.2. Tipikus bakterioplankton csoportok édesvizekben

Már az 1940-es években felismerték, hogy a bakterioplankton aktívan szerepet játszik az édesvizek tápanyag mobilizálásban (Lindeman, 1942), amely a globális anyagforgalmak minden szintjén kulcsfontosságú (Cole és mtsai, 2007), valamint indikátora lehet a regionális és globális környezeti változásoknak (Williamson és mtsai, 2008 és 2009). A tavak változatos élőhelyet biztosítanak számos prokarióta taxon részére, beleértve a levegő-víz érintkezési felületet, a kemoklint (kémiai váltóréteg), az anoxikus (oxigénhiányos) és a bentikus (üledékes) területeket, továbbá a parti vízinövényeket és a perifitont. A növekedési stratégia és sejtméret alapján az édesvízi mikrobákat két csoportba lehet sorolni: a szabadon élő ultramikrobaktériumok, amelyek opportunisták és kettős előfordulásúak (planktonikus ill. felülethez kötött életforma), és a fonalas baktériumok, amelyek képesek ellenállni a zooplankton predációjának (Pernthaler, 2014). Fontosságuk ellenére a legtöbb édesvízi baktérium nagyrészt még leíratlan. A molekuláris biológiai

22 eszközök megjelenésével viszont lehetővé vált az édesvízi tavak bakteriális sokféleségének és összetételének megismerése, továbbá ezen környezetek domináns mikroorganizmusainak azonosítása, és ezek eloszlásának felderítése térben és időben (Newton és mtsai, 2011). Jelenleg általános egyetértés van arra vonatkozóan, hogy a baktériumfajok pontos leírása céljából a polifázikus elvet kell figyelembe venni, a morfológiai, a biokémiai, a kemo- és genotaxonómiai tulajdonságaiknak együttes vizsgálatával (Rosselló-Móra és Amann, 2015). Azonban a gyakorlatban a taxonok azonosítása és sokféleségük becslése érdekében sok esetben egyszerűen úgynevezett operatív taxonómiai egységeket (OTU) használnak a 16S rRNS gének szekvencia összehasonlítása alapján (jellemzően 97-98% körüli faji szintű hasonlósági küszöb értékkel; Kim és mtsai, 2014; Tindall és mtsai, 2010), hogy a nem tenyészthető fajokat is bevonhassák az elemzésekbe (Tamames és mtsai, 2010). A bakteriális 16S rRNS gén alapú vizsgálatoknak köszönhetően, különösen az újgenerációs DNS szekvenálás megjelenésével, a nyilvános szekvencia-adatbázisokban (pl. GenBank) hozzáférhető Bacteria és Archaea taxonok száma rohamosan növekszik. Az 5 évvel ezelőtti bejegyzések száma is már meghaladta a 4 milliót (Yarza és mtsai, 2014), de mára a GenBank csaknem 30 millió baktérium rekordot tartalmaz. A természetben több mint 100 prokarióta phylum fordul elő (Hug és mtsai, 2016), azonban csak néhány járul hozzá jelentősen az édesvízi bakterioplankton összetételéhez (jellemzően aerob heterotróf szervezetek). Az 1980-as években a tenyésztés alapú technikák azt mutatták, hogy a talaj és a vizes környezetek (édes- és tengervizek) nagyjából ugyanolyanok a bakteriális közösség szempontjából (Rheinheimer, 1980), azonban a későbbi kutatások tisztázták, hogy az édesvízi bakteriális közösség struktúrája a talajtól és az óceánoktól nagyon eltérő. Sőt, nemcsak a fő élőhely típusok között nagyok a különbségek, hanem a tavak között is elég nagy lehet az eltérés (Jones és mtsai, 2009; Lindström, 2000). Ennélfogva, bizonyos baktériumok (OTU-k alapján) nagy mennyiségben csak néhány élőhelyen fordulnak elő, annak ellenére, hogy bizonyítottan édesvíz-specifikus taxonok (Hahn és mtsai, 2003; Zwart és mtsai, 2002). Ritka, de létezik olyan mikroba, amely többféle élőhelyen is jelentős részesedéssel fordul elő. Az utóbbira példa a Sargasso-tengerből leírt SAR11 klád (Alphaproteobacteria) tagjai, amelyek szinte minden óceáni és oligotróf, nyíltvízi mintában abundánsak, akár a teljes közösség 35%-át is alkothatják (Salter és mtsai, 2015), valószínűleg az óceáni DOC körforgalmának fő “irányítói” (Jimenez-Infante és mtsai, 2017). A SAR11 klád egyik alcsoportja (LD12)

édesvizek bakterioplanktonjában kap kiemelkedő szerepet, azonban az első édesvízi SAR11 baktériumokat csak nemrég izolálták (Henson és mtsai, 2018). Az édesvizekben a Betaproteobacteria (Bet1 és Bet2 leszármazási vonal) részesedése jelentős (átlagosan 38%), a phylum tagjai közül főleg a Limnohabitans vagy Polynucleobacter nemzetségek dominánsak, függően attól, hogy az élőhely savas vagy alkalikus tulajdonságú (Jezbera és mtsai, 2012). A Proteobacteria phylumon belül még a Gammaproteobacteria is jelentősen hozzájárul az édesvízi bakteriális közösség összetételéhez (Kirchman, 2018). Az édesvizekben az Actinobacteria phylum taxonjai (pl. acl klád) dominálnak (átlagosan 31%- os részesedéssel). A Bacteroidetes (átlagosan 10%) és a Cyanobacteria (átlagosan 24%) taxonok is meghatározóak lehetnek az édesvízi bakterioplankton szempontjából, amelyek mellett kis mennyiségben jelen lehetnek a Verrucomicrobia/Chlamydia (átlagosan 3%), ill. Planctomycetes (átlagosan 2%) phylumok képviselői (Eiler és mtsai, 2014). Annak érdekében, hogy az édesvízi baktériumok ökoszisztémabeli szerepével és sajátságos jellemzőivel teljes mértékben tisztában legyünk, még rengeteg információt kell gyűjteni. A déli félteke ill. a trópusi édesvizű tavak mikrobiális szervezeteiről még igencsak hiányosak az ismereteink (Newton és mtsai, 2011), annak ellenére, hogy manapság számos új édesvízi taxont írtak le. Jelenleg még mindig nem tudunk eleget a bakterioplanktont befolyásoló környezeti tényezőkről, de alapvetően két tényező-csoport határozhatja meg ezek alakulását: egyrészt regionális tényezők (helyi klíma, biogeokémiai kölcsönhatás a vízgyűjtő területtel), továbbá a tavak belső paraméterei (a tó trofitási szintje, pH, szerves anyag összetétele, fitoplankton szerkezete) (Pernthaler, 2014). A belső tényezők hatásai jobban érvényesülhetnek a bakterioplankton összetételére (Souffreau és mtsai, 2015). Jó néhány tanulmány található a szakirodalomban, amelyben igazolják ezeket az összefüggéseket az egyes környezeti paraméterek és az édesvízi bakterioplankton közösség összetétele között: a bakteriális közösségre tehát hatással lehet a hőmérséklet és a pH (Lindström és Leskinen, 2002; Lindström és mtsai, 2005; de Figueiredo és mtsai, 2009, Jordaan és Bezuidenhout, 2013), de a szerves és szervetlen tápanyagok koncentrációja ill. az eutrofizáció is (pl. SRP, szén, nitrogén forrás: de Figueiredo és mtsai, 2009; Zwart és mtsai, 2002; Jordaan és Bezuidenhout, 2013), továbbá a klorofill a tartalom is meghatározó a bakteriális szervezetek szempontjából (Xing és Kong, 2007). Azonban ezeken kívül számos lehetséges környezeti tényező hatásáról (pl. makrofiton) még kevés részletes információnk van.

A tavakban lévő bakteriális közösségek szempontjából a szerves anyag aggregátumokon (részecskéken) lévő baktériumok is fontos szerepet töltenek be a tápanyag forgalomban, azonban az ilyen baktériumok sekély tavi közösség összetételének és diverzitásának elemzése a mikrobiológia egy keveset vizsgált területe. A Taihu-tóban kimutatták, hogy a szerves anyag aggregátumok felületén lévő bakteriális közösségben a Betaproteobaktériumok, Bacteroidetes és Alphaproteobakteriumok tagjai uralkodtak. Rámutattak arra, hogy a víz trofitási szintje és a szerves aggregátumok fizikai és kémiai tulajdonságai kulcsszerepet játszanak a közösségek alakulásában. Az OTU-k 45%-a szorosan kapcsolódott a talajban, az iszapban, az üledékben található bakteriális szervezetekhez (Tang és mtsai, 2009).

3.5. Vízi ökoszisztémák planktonikus baktériumközösség-összetételének vizsgálati módszerei 3.5.1. Tenyésztéses módszerek

Robert Koch fejlesztette ki a tiszta tenyészetek szilárd táptalajon (pl. burgonya, agar) való fenntartását, ún. Petri csészékben. Ennek segítségével és a tenyésztési technikák fejlesztésével, továbbá a dúsítás révén Beijerinck és Vinogradszkij számos nehezen tenyészthető, nitrogén- és kén-körforgalomban jelentős (pl. Azotobacter, Beggiatoa) mikroorganizmust írt le. A „nagy telepszámlálási anomália jelensége” rámutatott, hogy a közvetlen mikroszkópos vizsgálatok segítségével nagyságrendekkel több mikroorganizmus észlelhető, mint a tenyésztés során (Staley és Konopka, 1985). Az utóbbi évtizedek technológiai fejlődése lehetővé tette a mikroorganizmusok kimutatását és azonosítását a tenyésztéses módszerek korlátait megkerülve, amely során kiderült, hogy valójában sokkal több Bacteria és Archaea taxon fordul elő a környezetben, mint az a tenyésztéses módszerekkel kimutatható (~ 1%; Hugenholtz, 2002). A tenyésztésen alapuló technikáknak számos korlátja van, hiszen a kapott eredményt jelentősen befolyásolják a laboratóriumban alkalmazott paraméterek (táptalaj összetétele, hőmérséklet, pH stb.), továbbá a mikrobiális közösség tagjainak egymásra hatása. A legtöbb planktonikus Bacteria és Archaea, ezért nem tenyészthető könnyen szilárd agarlemezeken, egy-két esetet leszámítva (O’Sullivan és mtsai, 2004). Korábban tévesen úgy gondolták, hogy az izolált mikroorganizmusok a környezetben domináns és/vagy a funkcionálisan jelentős fajokat képviselik. Valójában az eddig legáltalánosabban

25 alkalmazott tenyésztési körülmények leginkább a könnyen tenyészthető, kopiotróf szervezetekre (pl. Pseudomonas, Mycobacterium) voltak szelektívek, ezért sokáig a mikrobiológiai kutatások nagy részét ilyen fajok vizsgálata tette ki. Ezeket a mikrobiális élővilág „gyomjainak” is tekintik, hiszen gyors szaporodásra képesek tápanyaggazdag környezetben (Hugenholtz, 2002). A legtöbb Bacteria és Archaea taxon nem növekszik könnyen tiszta tenyészetben, azonban egyedül csak a tenyésztés teszi lehetővé az átfogó élettani jellemzést a vizsgált mikroorganizmusról, és ennek segítségével kaphatunk teljes képet az ökológiájukról (Giovannoni és Stingl, 2007; Nichols, 2007). A tenyésztéses technikák fontossága miatt a kutatók folyamatosan erőfeszítéseket tesznek ezek fejlesztésére és arra vonatkozóan, hogy a mikrobák izolálásával még pontosabban megismerhessék a mikroorganizmusok tulajdonságait. A planktonikus baktériumközösség tagjai általában oligotróf ill. mezotróf környezethez vannak adaptálva. Így a planktonikus baktériumok sikeres tenyésztése céljából a kutatók tápanyagszegény táptalajokat alkalmaztak, vagy sterilizált tóvizet használtak táptalajként, amelyet kis mennyiségben tápanyagokkal, szénforrással és vitaminokkal egészítettek ki (Bruns és mtsai, 2003), továbbá szelektívebbé tették a környezetükben megtalálható anyagokkal, például fenollal vagy huminanyagokkal (Hutalle-Schmelzer és mtsai, 2010), ill. alga-eredetű szerves anyagokkal (Zeder és mtsai, 2009). Egy másik izolálási stratégia, az ún. szűrési-akklimatizációs módszer (Hahn és mtsai, 2003), amely során a nagyobb mikroorganizmusok egy 0,2 µm pórusátmérőjű membrán segítségével kiszűrhetők, és az átszűrődő ultramikrobaktériumok a későbbi lépések során fokozatosan adaptálódni tudnak a komplex táptalaj nagy tápanyag- koncentrációjához. Ez a módszer számos Polynucleobacter és Actinobacteria (Luna klád) taxon tenyésztésekor bizonyult hasznosnak (Hahn, 2003). Továbbá a gyorsan növekvő mikrobák, mint az édesvízi plankton jellemző tagjai, a Limnohabitans ill. Flavobacterium is tenyészthetők predátor-mentes dúsító tenyészetekben (Kasalický és mtsai, 2013). A tenyésztendő taxon csoportjára jellemző általános információk és előzetes kutatási eredmények figyelembevételével, az egysejt technológiák, az in situ mennyiségi meghatározások, továbbá az “-omikai” megközelítések kombinálásával Salcher-nek és Šimek-nek (2016) több édesvízi bétaproteobaktériumot is sikerült leírnia. Ezalatt közelebb jutottak a baktériumok ökológiai szerepének megértéséhez is. Ezen módosítások és erőfeszítések ellenére számos olyan ökológiai tényező (pl. speciális tápanyagszükséglet, nagyon lassú növekedés) ismeretlen, amely sikeres tenyésztéshez vezethet.

Az elmúlt évtizedek során számos speciális vizes környezethez adaptálódott új baktériumfajt sikerült tenyészteni, és leírni a Kárpát-medence különböző élőhelyeiről. A Kiskunsági Nemzeti Parkban (KNP) található, többszörösen extrém szikes Kelemen- székből a Firmicutes phylumba tartozó, alkalofil Bacillus aurantiacus (Borsodi és mtsai, 2008) és Bacillus alkalisediminis (Borsodi és mtsai, 2011) baktériumokat írták le. Az Actinobacteria phylumba tartozó alkalitoleráns Cellulomonas phragmiteti taxont (Rusznyák és mtsai, 2011) szintén a Kelemen-székből, a KNP-i Böddi-székből a Nesterenkonia pannonica aktinobaktériumot (Borsodi és mtsai, 2017a), ill. a szovátai helioterm, hiperszalin Medve-tóból Rhodococcus sovatensis fajt (Táncsics és mtsai, 2017) izolálták. A Proteobacteria phylumból a Nitrincola alkalilacustris taxont a KNP-i Zab- székből, míg a Nitrincola schmidtii taxont egy Soltszentimrénél található szikes tóból izolálták (Borsodi és mtsai, 2017b). A tenyésztéses vizsgálatok fokozódó erőfeszítései miatt előfordulhat, hogy az eddig nem vizes élőhelyekre jellemző csoportként számontartott taxonokból előkerülnek édesvízi, tengeri képviselők. Az alfaproteobaktériumokhoz tartozó Rhizobiaceae család jelenleg több mint 100 fajt tartalmaz (Alves és mtsai, 2014), és ugyan a legtöbb faj gyökérgümőből vagy növényekhez asszociált mintákból származik, de az utóbbi időben egyre több fajt írnak le különböző vizes élőhelyekről is, mint például a folyóvízből izolált Rhizobium alvei (Sheu és mtsai, 2015), a bioreaktorból származó Rhizobium daejeonense (Quan és mtsai, 2005) és a termálvízi Gellertiella hungarica (Tóth és mtsai, 2017) fajokat.

3.5.2. Tenyésztéstől független módszerek

A tenyésztéstől független, molekuláris technikák előtt a tudásunk a mikroorganizmusok sokféleségéről korlátozott volt, az előző fejezetben tárgyalt nehézségeknek köszönhetően nem kaphattunk teljes képet a mikrobiális világ biodiverzitásáról. Azonban a technológia fejlődésével, a molekuláris filogenetikai vizsgálatok révén a mikrobiális sokféleségről alkotott tudásunk nagymértékben kiszélesedett. Woese és kollégáinak (Woese és Fox, 1977; Woese, 2000) úttörő munkája tette lehetővé a génszekvenciák összehasonlító elemzése alapján az élővilág három fő doménjének (Bacteria, Eucarya és Archaea) felfedezését. Amikor még kevés édesvízi kutatást lehetett összehasonlítani, Zwart és mtsai (1998) már akkor számottevő hasonlóságot figyelt meg három különböző tórendszer bakteriális közösségének 16S rDNS

27 szekvenciájában. Azóta számos kutatás megerősítette, hogy az édesvizek jellegzetes bakteriális közösséggel rendelkeznek (Zwart és mtsai, 2002). Az is nyilvánvalóvá vált, hogy a globális adatbázisok szekvencia adat bővítése szempontjából az édesvízi mikrobiális közösségek ökológiájára és funkciójára irányuló kutatások elengedhetetlenek, amelyek hozzájárulnak a tenyésztetlen baktérium csoportok rendszerezéséhez. A környezeti vízminták bakterioplankton közösségét molekuláris technikákkal többféle megközelítés szerint elemezhetjük (3.6. ábra). Az RNS és DNS alapú vizsgálatok szekvenálással, genetikai “ujjlenyomat” módszerekkel, hibridizációs eljárásokkal és metagenomika alkalmazásával is végbe mehetnek.

3.6. ábra. A környezeti vízminta lehetséges molekuláris elemzései Rastogi és Sani (2011) alapján

Mint a tenyésztéses technikáknak, a molekuláris módszereknek szintúgy vannak korlátjaik, bár ezek a torzítások a tenyésztéshez képest lényegesen kisebb mértékűek. A közösség összetételének, fajgazdagságának torzulása már a DNS kivonáskor is bekövetkezhet a sejtek nem megfelelő lízise miatt, azonban már számos javaslat fellelhető a szakirodalomban ezek kiküszöbölésére (Feinstein és mtsai, 2009). Egy rosszul kivont vízminta DNS oldatának esetleges huminanyag tartalma gátolhatja a polimeráz lánc

28 reakciót (PCR). Ezek elkerülésére számos tisztítási protokollt fejlesztettek ki, azonban helytelen alkalmazásakor a DNS nagy része elveszhet, és a DNS koncentrációja is befolyásolhatja a PCR hatékonyságát. A nem kívánatos PCR műtermékek (pl. primer- dimerek, kiméra molekulák) kialakulása is félrevezető eredményt adhat (von Wintzingerode és mtsai, 1997). A nagy áteresztőképességű DNS szekvenálási platformok folyamatos fejlődése és elterjedése, továbbá az új szoftvereszközök együttes alkalmazása napjainkban már a kis kutató csoportok számára is lehetővé teszi a különféle élőhelyek mikrobiális közösségeinek feltérképezését, és az adatok elemzését. Az Illumina cég egyik platformja például mintánként 3,1 millió leolvasást tesz lehetővé, mindemellett viszonylag gyors és olcsó, amely a mikrobiális közösségek globális térbeli és időbeli felbontásának több ezer mintaszámú vizsgálatát egyidejűleg teszi lehetővé (Caporaso és mtsai, 2010). Mivel az új szekvenálási módszerek egyre olcsóbbá válnak, a laborokban a korábbi újgenerációs szekvenálásnál (NGS) alkalmazott berendezéseket más gyártók modernebb műszerei váltják fel. Ezért probléma lehet egy folyamatban levő kutatás során az NGS platform lecserélése. Azonban Sinclair és mtsai (2015) kimutatták, hogy például a 454 (Roche) és Illumina szekvencia adatok összehasonlíthatók, ha ugyanolyan PCR protokollt és bioinformatikai elemzéseket használunk a minták fajgazdagságának, béta diverzitásának és taxonómiai összetételének meghatározására. A tenyésztéstől független módszerekkel azonban nemcsak a közösségek taxon- összetételét lehet vizsgálni. A baktériumok metabolikus tulajdonságait és aktivitását in situ is lehetséges vizsgálni mikroelektródákkal, radioaktív leucin beépülésével, továbbá különböző kromatográfiás és fotometriás (pl. EcoPlate™) módszerekkel.

4. Célkitűzések

Az előző fejezetek alapján világossá vált a sekély tavak globális és lokális szerepe is. Magyarország és Románia sekély tavai közül csak néhányat tanulmányoztak alaposan, és a szakirodalomban kevés róluk szóló mikrobiológiai információt, vagy csak alacsony felbontású módszerekkel elvégzett kutatásokat találunk. A disszertációban vizsgált tavak többsége különleges és védett környezetben lelhető fel, amely magában hordozza ezek jelentős ökológiai szerepét és az egyedi bakteriális közösségek jelenlétének lehetőségét. A disszertáció tárgyát tíz Kárpát-medencében megtalálható, barnaságukban (CDOM tartalmukban) eltérő víztest képezte, amelyeknek a főbb környezeti paramétereit, fitoplankton és bakterioplankton közösségeit vizsgáltuk meg. A doktori disszertáció célkitűzéseit az alábbi pontokban összegeztük: 1. Kapcsolatot kerestünk a CDOM tartalom és a bakteriális produkció, a bakteriális metabolikus potenciál között; megvizsgáltuk, hogy a növekvő CDOM tartalommal együtt jár-e az alga ill. bakteriális közösségek taxonómiai összetételének változása is, továbbá, hogy a planktonikus alga és baktérium közösség diverzitására a CDOM tartalom hatással lehet-e. Vagyis, a növényi eredetű színes szerves anyagok mennyisége hatással van-e a planktonikus mikrobaközösség összetételére, diverzitására, aktivitására? 2. A hasonló kémiai és fizikai paraméterekkel rendelkező tórészek (közepes CDOM tartalom) bakterioplankton és fitoplankton közösségének összetétele mutat-e horizontális ill. vertikális eltolódást; összefüggéseket kerestünk a makrofiton minősége és a baktérium- és algaközösség összetétele között. Vagyis, a makrofiton típusa hogyan befolyásolja a planktonikus mikrobaközösség összetételét? 3. Megcéloztuk a Rhizobiales rend két új fajának polifázikus leírását, mivel a rend tagjainak egyre nagyobb jelentőséget tulajdonítanak az édesvízi planktonikus bakteriális közösségekben. Ennek a csoportnak bizonyos baktériumai nagy számban kerültek elő a vizsgált minták egy részéből, ezért filogenetikai módszerek segítségével összehasonlítottuk a vizsgált tavak Rhizobiales tagjait és az új fajokat. Vagyis, felmérni kívántuk a planktonikus Rhizobiales baktériumok jelentőségét sekély tavainkban, különös tekintettel a bomló növényi anyagok uralta vízterekre.

5. Anyag és módszer

5.1. Mintavételek 5.1.1. A mintavételek helye és időpontjai

A doktori kutatás tárgyát hét, a Kárpát-medence különböző pontjaiban megtalálható állóvíz alkotta (5.1. ábra). Ezeket fizikai és kémiai tulajdonságaik, elsősorban kémhatásuk alapján, három csoportba lehet osztani: alkalikus szikes vizek, édesvizű tavak ill. egy savas tőzegláp. A tavak különbségei, a kémhatáson kívül, a szervetlen ion ill. huminanyag tartalmukban, továbbá az egyes víztesteket körülvevő ill. a vízben megtalálható makrofiton állományok típusában is megmutatkozik.

5.1. ábra. A mintavételi pontok földrajzi elhelyezkedése. A szikesek zölddel, az édesvíziek kékkel, míg a tőzegláp mintavételi pontok pirossal vannak jelölve.

Összesen 19 vízmintát vizsgáltunk meg tenyésztéstől független módszerekkel. A minták földrajzi elhelyezkedését az 5.1. ábra, továbbá a mintavételek időpontját, a minta típusát és a kódját az 5.1. táblázat tartalmazza.

5.1. táblázat. A minták kódja és típusa, ill. a mintavétel helye és időpontja. Mintasor Kód Mintavétel helye Időpontja Típusa SA-C Szent Anna-tó (SA) 2015.07.30 MT-C Mohos tőzegláp (MT) BS-C Balaton, Siófoki-medence (BS) 2015.08.31 BK-C Balaton, Keszthelyi-medence (BK) CDOM KO-C Kolon-tó, kotrás (KO) CDOM mintasor gradiens 2015.08.05 (C) mintasor KL-C Kolon-tó, tündérrózsás (KL) FO-C Fertő, nyílt víz, B0 (FO) 2015.08.18 FK-C Fertő, Kis-Herlakni belső tó (FK) ZS-C Zab-szék (ZS) 2015.08.06 SÉ-C Sós-ér (SÉ) KO-S felszíni (S) Kolon-tó, kotrás (KO) KO-M közép (M) KR-S Kolon-tó, nádas (KR) felszíni (S) KB-S felszíni (S) Makrofiton KB-M Kolon-tó, rencés (KB) 2014.10.18 közép (M) mintasor KB-B mély (B) KL-S felszíni (S) KL-M Kolon-tó, tündérrózsás (KL) közép (M) KL-B mély (B)

5.1.1.1. Balaton

Közép-Európa legnagyobb tava és hazánk egyik legjelentősebb édesvízi állóvize a tektonikus eredetű, sekély vizű Balaton (Sebestyén és mtsai, 2017; 5.2. ábra). A Balaton területe csaknem 600 km2, átlagmélysége 3,2 m, legmélyebb pontja a Tihanyi-szorosban található (11-11,5 m). A tó vízgyűjtő területe nagyjából tízszerese magának a tó területének. A Balaton fő vízutánpótlása a Zala folyó, amelyből jelentős iszapos üledék is származik. Emiatt a Keszthelyi-medence vízminősége kedvezőtlenebb (eutrófabb), mint a Siófoki-medencének. A Balatont ezen kívül a csapadék és kisebb vízfolyások is táplálják. Az egyetlen lefolyása a mesterségesen kialakított, vízfelesleg elvezetésére szolgáló Sió-csatorna (Sebestyén és mtsai, 2017), annak ellenére, hogy a Balaton párolgása elég jelentős. A meder alján 6-10 méter vastag folyóvízi iszapos üledék található, amely 20%-ban tartalmaz kalciumot, 4%-ban magnéziumot, 50-60%-ban karbonátot (Istvánovics és mtsai, 2002), 1,5%-ban vasat, valamint 2 és 4% közötti a

32 szerves széntartalma (Herodek és mtsai, 1988). Az alkáliföldfémek adják a tó zöldeskék színét, amely nyugodt, szélcsendes időben jól megfigyelhető (Somogyi, 1997), azonban a tó vize erős szél hatására teljesen felkavarodhat, így a felszínre feljutó üledék miatt barnásszürkévé válhat.

5.2. ábra. A Balaton Siófoki-medencéje.

A tó sótartalma átlagosan 450 mg l-1, és kémhatása pedig enyhén lúgos (~ pH 8) (Somogyi, 1997), a part közelében azonban már inkább semleges. Vízvirágzás idején, - amikor elszaporodnak a fonalas cianobaktériumok (a CO2 helyett akár HCO3 ionokat is felhasználhatnak anyagcseréjükhöz), a pH nagyon gyorsan megnövekedhet (akár pH 9-10) (Wetzel, 2001). Ahogy befejeződik a vízvirágzás, a pH is fokozatosan visszaáll az eredeti, 2+ 2+ - enyhén lúgos 8 körüli értékre. A Balaton vizének egyedi Ca -Mg -HCO3 karaktere és az algák CO2 hasznosítása miatt biogén meszes kicsapódás figyelhető meg, amelynek köszönhetően a víz opálos lesz (Bolla és mtsai, 2010). Az 1970-es években a tó vizének minősége erősen leromlott a fokozódó tápanyagterhelés (idegenforgalom, ipari és mezőgazdasági tevékenységek) miatt. A kiépített csatornahálózatnak, a szennyvíztisztításnak, a Kis-Balaton helyreállításának és a kevésbé intenzív ipari és mezőgazdasági tevékenységeknek hála a tó vize 10-15 éve ismét jó minőségű (Kutics, 2013).

5.1.1.2. Kolon-tó

Magyarország egyik legjelentősebb édesvizű mocsara a Kiskunsági Nemzeti Parkban található Kolon-tó, amelynek neve a latin colu (mocsár) szóból ered (Császi, 2002). Nagy kiterjedésű nádasa és mocsarai miatt különleges madárvédelmi terület, 1997 óta a Ramsari Egyezmény oltalma alatt áll.

5.3. ábra. Az izsáki Kolon-tó különböző részei. A: nyíltvízi rész (kotrás), B: tündérrózsás, C: rencés, D: nádas. A fényképeket Felföldi Tamás és Németh Balázs készítette.

A Kolon-tóra előrehaladott szukcessziós állapot jellemző, a tó 29,6 km2-nyi kiterjedésének csak egy része (~12 km2) a tényleges nyíltvízi felület (Tóth, 1979). Ennek fő oka az utóbbi évtizedekben zajló emberi beavatkozás. Az első beavatkozások az 1930-as években kezdődtek meg a tó lecsapolásával, és a meder jelentős részének mezőgazdasági művelésével (Molnár és mtsai, 1979). A tó vízszintje állandóan ingadozik, ezzel együtt az összes oldott ásványianyag tartalma is változik a vízviszonyoknak megfelelően. A vízrendezések miatt természetes hozzáfolyása és lefolyása már nincs. Fő táplálója a csapadék és a vízgyűjtő területről a tómeder felé áramló talajvíz. A feltöltődés folyamata kétféle tavi üledéket eredményez a tóban, amelyhez a vízinövények közvetlenül és közvetetten is hozzájárulnak. Az algák és a makrofiton anyagcseréje és a magas karbonáttartalom mészkiválást eredményez, amivel a karbonát iszap felhalmozódást segítik elő a tó fenekén. Az elhalt makrofiton egy részéből

34 tőzeg képződik. A 40-80%-os széntartalmú karbonát iszapra 0,5-1,2 méteres tőzeges kőzetliszt rakódott, amely a tó nyugati oldalán vékonyabb, mint a keleti oldalán. A szél a tavi üledékre még futóhomokot is halmoz (Tóth, 1985). A Kolon-tavon négy különböző mintavételi helyet jelöltünk ki, amelyek között egy nyíltvízi (kotrás mintavételi hely) és három, különböző vízinövény borítottságú víztér szerepelt (5.3. ábra). A mesterségesen kialakított nyílt vízfelületeken ugyanis területenként más-más növénytársulás alakult ki: az egyiken a közönséges rence (Utricularia vulgaris), egy másik mintavételi helyen pedig a tündérrózsa (Nymphea alba) uralkodott. Az egész tavat hatalmas nádas (Phragmites australis) övezi, ahonnan a negyedik mintánk származik. A Kolon-tó keletkezéséről, limnogeológiájáról (Molnár és mtsai, 1979; Mádl- Szőnyi és Tóth, 2009; Sümegi és mtsai, 2011), flórájáról (Molnár, 2008 és 2009) és faunájáról (Németh és Vadász, 2008; Vadász és mtsai, 2008ab; Halmos és mtsai, 2010; Keresztessy és mtsai, 2012) már számos publikáció látott napvilágot, azonban a tó bakteriális közössége szinte teljesen ismeretlen.

5.1.1.3. Szent Anna-tó

A Hargita megyei (Románia) Csomád-hegység két ikerkráterének egyikében található a Szent Anna-tó (5.4. ábra), megközelítőleg 900 m tengerszint feletti magasságban. A tó területe körülbelül 1,9 km2, a maximális vízmélység 6 méter körüli, az átlagos vízmélység 3,1 m (Pándi és Magyari-Sáska, 2007). Fő táplálója a csapadék (évi 800 mm), lefolyása pedig különböző forrásoknak és búvópatakoknak köszönhető. A Szent Anna-tó valószínűleg néhány évszázad múlva feltöltődik, és az ikerkráterében található Mohos tőzegláp sorsára jut (az egykori Mohos-tó víztükre négyszerese volt a mai Szent Anna-tó felületének), hiszen a szedimentáció mértéke igen nagy (Begy és mtsai, 2011). Már most több, mint két méter vastag iszapréteg borítja a tó medrének alját (Pilbáth és Pál, 2009), amely a befolyó erodált törmelékeknek, továbbá a növényzet terjedésének köszönhető. A tó vize nyáron semleges, télen savas, így a kémhatása 4,0 és 7,3 pH között ingadozik (Magyari és mtsai, 2014). Az alacsony tápanyagtartalom miatt a tó planktonikus közössége meglehetősen szegényes. A tóban a fürdőzés 2018 óta tilos.

5.4. ábra. Az erdélyi Szent Anna-tó.

5.1.1.4. Mohos tőzegláp

A Hargita megyei (Románia) Csomád-hegység másik ikerkrátérében található a Mohos tőzegláp (5.5. ábra), Románia egyik legértékesebb botanikai területe, a Mohos Természetvédelmi Terület része, 1050 méter tengerszint feletti magasságban (Horváth, 2002). A Mohos tőzegláp körülbelül 0,8 km2-en terül el. A csapadékból származó vízutánpótlás ellenére a hajdani Mohos krátertó vize évezredeken keresztül apadt, elmocsarasodott, majd magashegyi láppá alakult. Ennek eredményeképpen az elhalt tőzegmohából csaknem 3 millió m3 tőzeg keletkezett (a több mint tíz méteres tőzegvastagságával egyedülálló Európában), amely talaj hiányában, a vulkáni tevékenység által keletkezett hamura rakódott. A Mohos fő vízelvezetője az Olt másodrendű mellékpatakja, a Veres-patak, amelynek lecsapolása 1908-ban kezdődött meg, így megnövekedett a száraz területek mérete (Urák és mtsai, 2010). A láp vize tápanyagban szegény, savas kémhatású (3,8-6,0 pH), az itteni élővilágra általában alacsony fajszám, magas egyedszám jellemző. A nyílt vízfelület néhány lápszemre korlátozódik (Diaconu és Mailat, 2010).

5.5. ábra. A Mohos tőzegláp II. lápszeme.

5.1.1.5. Szikes tavak

Magyarország a szikes vizekben leggazdagabb terület Európában (Vörös és mtsai, 2009a). Az ember tájátalakító (meliorációs) tevékenységének hatására a vizes élőhelyek, így a szikes tavak kiterjedése is jelentősen lecsökkent a XX. századra. A szikes tavak földrajzi elhelyezkedésének nyugati határa Európában valószínűleg a Kárpát-medence, ezért természeti értékük hazánkban meghatározó, ezért 1996 óta szigorúan, ex lege védettek (1996. évi LIII. A természet védelméről szóló törvény) (Boros, 1999).

A szikesek olyan atalasszohalin sós tavak, amelyekre nátrium-karbonát (Na2CO3) dominancia jellemző, kalciumot és magnéziumot alacsony koncentrációban tartalmaznak, mindamellett stabil, magas pH jellemző rájuk (pH>9), amely egyértelműen megkülönbözteti őket más kontinentális sós vizektől. A szikes tavak kialakulása és eltűnése kőzettani, éghajlati, hidrogeológiai és antropológiai hatások sajátságos egymásra hatásának köszönhető (Grant, 1992; Boros, 2002; Sümegi és Szilágyi, 2010). A szikes tavak esetenként rendkívül turbid, magas pH-jú és nagy huminanyag tartalmú, hipertróf élőhelyek lehetnek, továbbá a sekélységük miatt a vízhőmérsékletükre nagy napi hőingás jellemző, amely többszörösen extrém vízi ökoszisztémát hozhat létre (Boros és mtsai,

2017). A szikes tómedrek jellemzője a felszíni lefolyás hiánya, aminek következménye, hogy a nagy párolgás miatt a vízben sófelhalmozódás mehet végbe. A szikes tavak keletkezésük, domináns ionjai, kiterjedésük ill. jellegük alapján is több csoportba sorolhatók. Keletkezésük szerint megkülönböztetünk ősi folyómederből keletkező (alluviális), a víz (eróziós) és a szél pusztító munkája (deflációs) által létrejött, ill. sztyepptál eredetű (szuffóziós) szikeseket, azonban gyakori, hogy e hatások közül egyszerre több érvényesül. Egy másik csoportosítás szerint Boros és Vörös (2010) az általuk vizsgált szikes vizek domináns ionjai és azok aránya alapján megállapították a + - + - - szikes alaptípust (Na ; HCO3 ), és két altípusát ennek (kloridos altípus: Na ; HCO3 >Cl és + + 2- - - szulfátos altípus: Na >Mg ; SO4 >HCO3 >Cl ). Egy másik csoportosítás szerint a Kárpát- medencében megtalálható szikeseket a sekély tavak (Velencei-tó, Fertő), kis tavak (Zab- szék, Sós-ér), fertők, kisvizek és mocsarak kategóriájába sorolják (Boros, 1999).

A szikes tavak alapkőzetét (Na2CO3) sziksó vagy természetes szóda néven is ismerjünk, amely az időszakos kiszáradáskor fehér anyagként csapódik ki a felszínen (Duckworth és mtsai, 1996). Hazánkban a szódát sziksógyárakban hasznosították, továbbá a szikes víz és iszapja gyógyhatása miatt is ismeretes (Vörös és mtsai, 2009a; ld. pl. a szerbiai Melencén működő gyógyközpontot). A szikeseink természetvédelmi szempontból azért is fontosak, mert a szikes területek a világon egyedülálló, speciálisan sótűrő, sókedvelő élővilággal rendelkeznek, továbbá, fontosak a vonuló madárvilág számára is (Boros, 2002).

Fertő

Hazánkban két nagy kiterjedésű szikes tó van, a Velencei-tó és a Fertő. A Fertő (5.6. ábra) Eurázsia legnyugatibb részén, az osztrák-magyar határon elhelyezkedő turbid, szikes (alkalikus) szabályozott kifolyású sztyepptó. A Fertő nagy kiterjedésű (300 km2), azonban átlagosan 1,3 m mélységgel rendelkezik (Padisák és mtsai, 2006). Egész területének 54%-a náddal borított, de a magyarországi rész jóval nagyobb arányban (85%-ban) (Dinka és mtsai, 2004). A nagy kiterjedésű nádasba zárt belső tavak (pl. Kis-Herlakni) és a nyílt víz (5.6.A. ábra) között egy csatornahálózat található, amely a belső tavak és a nádas vízviszonyainak alakulását erősen befolyásolja. A Kis-Herlakni (5.6.B. ábra) az egyik legkisebb belső tó, mindössze 0,03%-a Fertő területének (Buczkó, 1989). A tó vízszintje és víztömege folyamatosan

38 ingadozik, elsősorban az északi és északnyugati szeleknek és a párolgásnak köszönhetően, amely nagy hatással van a víz kémiai összetételére is (Dinka és mtsai, 2004). A Fertő középső nyíltvízi részen a szél vízfenékig átkeveri a tavat, ezért itt a tó vize fehér színű a lebegő anyagoktól. Míg a belső tavaknál a szél átkeverő hatása a jelentős makrofiton állomány miatt kevéssé érvényesül, ezért a víz itt fenékig átlátszó, és a huminanyag tartalom miatt barna színű.

5.6. ábra. A Fertő magyarországi része. A: nyíltvízi rész, B: belső tó. A fényképeket Sári Eszter készítette.

Kiskunsági szikes tavak

A szikes vízterekbe az Alföldön található sekély, esetenként időszakos állóvizek is beletartoznak (Boros, 2002; Boros és Vörös, 2010). Éppen ezért a „tó” megnevezés hibás, tudományos értelemben az Alföldön található szikes tavainkat nem lehet valódi tavaknak tekinteni, mert a vízmélység és a környezeti jellemzők alapján nem különíthető el a parti (litorális) öv és a nyíltvízi (pelágikus) tájék (Boros, 2002). Az alföldi sekély szikes vizek két csoportba oszthatóak. Az egyik az ún. „zavaros szikes vizek”, amelyekhez az általam vizsgált Zab-széket is sorolják (5.7.A. ábra). Ezekre nagymértékű turbiditás (zavarosság) és az aljzaton való piszkosfehér színű karbonát- mésziszap felhalmozódás jellemző (Boros, 2002). A zavaros vizű szikes tavak turbiditása magyarázható a tómedret övező, szélvédő, sűrű mocsári növényzet hiányával, mivel ebben az esetben a szél hatása jobban érvényesül (Vörös és mtsai, 2005).

A másik csoport az ún. „színes szikes tavak”, mint az általunk vizsgált Sós-ér (5.7.B. ábra). A színes tavak a zavaros szikes víz feltöltődésével, iszaposodásával jön létre. A színes vizű szikesek mocsári és vízinövényzetben gazdagok, ezért a nyíltvízi részük nem olyan kiterjedt, mint a zavaros vizek esetében. A színük a zavaros szikeseknél jóval barnább, a talajvíz feláramlások által szállított, bomló növényi anyagból keletkező huminanyagok (Boros Emil, szóbeli közlés) és a lebegő szerves anyagok miatt (Boros, 2002).

5.7. ábra. A kiskunsági szikes tavak. A: Zab-szék, B: Sós-ér. A fotókat Felföldi Tamás készítette.

5.1.2. A mintavétel menete és minta előkészítés

A doktori kutatáshoz szükséges terepi mintavételek két fő kísérleti szálra bonthatók. Az egyik kísérlethez (CDOM mintasor) a mintavétel a nyári, produktív időszakban 7 különböző huminanyag (CDOM) tartalmú, ill. kémhatású víztestből történt, összesen 10 mintavételi pontot vizsgálva. A KNP-i szikes vizekből és Mohosból felszíni vízmintákat vettünk merítéssel, míg a többi tó esetében (Szent Anna-tó, Balaton, Kolon-tó, Fertő) egyesített vízoszlop mintákat dolgoztunk fel. A kutatás során egyazon tónak különböző részeiből vett minták segítenek tisztázni a horizontális különbségeket; ez legfőképpen a makrofiton-állománybeli eltérések hatásainak kiderítését célozza meg. A másik kísérlethez (makrofiton mintasor) a vízmintavétel a vegetációs periódus végén történt a Kolon-tóból, ahol négy különböző mintavételi helyet jelöltünk ki: egy

40 nyíltvízi (kotrás mintavételi hely) és három, eltérő vízinövény (Utricularia vulgaris, Nymphea alba, Phragmites australis) uralta vízteret. Mintavételi pontonként több különböző mélységből (felszín, vízoszlop középső rétege, vízoszlop alja) származó vízmintákat Meyer-palack segítségével vettük. Mindkét kísérlet esetében a műszeres terepi méréseket (T, pH, DO), és az egyes kísérletekhez (bakteriális produkció) tartozó terepi inkubációt a helyszínen elvégeztük. Az N és a P formák vizsgálatához 100 ml vízmintát fagyasztva, a további mérésekhez 1-2 l vízmintát fénytől elzárva, steril üvegekben és tartósítás nélkül szállítottunk a laboratóriumba. A vízmintákat a 4-24 órán belül megkezdődő feldolgozásig 4°C-os hőmérsékleten tároltuk. A nukleinsav alapú vizsgálatokhoz a tavakból vett mintákból átlagosan 50-200 ml mintát szűréssel koncentráltunk 0,45 µm pórusátmérőjű nitrocellulóz szűrő segítségével (Millipore, Billerica, MA, USA), majd ezeket -20°C-on és -80°C-on tároltuk. A mintavételt és minta előkészítést Vörös Lajos, Somogyi Boglárka, Németh Balázs, Boros Emil és Tugyi Nóra (MTA ÖK Balatoni Limnológiai Intézet, Tihany), valamint Máthé István (Sapienta Erdélyi Magyar Tudományegyetem, Biomérnöki Tanszék, Csíkszereda) segítette.

5.2. Alkalmazott vizsgálati módszerek 5.2.1. Környezeti változók meghatározása

Az adatelemzések során, az átfogóbb diszkusszió lehetőségének érdekében, felhasználtuk az MTA ÖK BLI fent említett munkatársai által mért, a disszertáció DNS alapú munkáival párhuzamosan végzett, mikroszkópos megfigyelések ill. fizikai és kémiai mérések eredményeit. A vizsgált változók meghatározásának módszereit az 5.2. táblázat tartalmazza.

5.2. táblázat. A környezeti változók meghatározásának módszerei. Környezeti változó Meghatározás módja Helyszínen mért • Hőmérséklet, pH, vezetőképesség (EC) WTW pH 315i és Hanna HI9033 multiméterek • Oldott oxigén koncentráció (DO) Hach HQ30 mérőműszer

Környezeti változó Meghatározás módja Laboratóriumi körülmények között mért • Össznitrogén (TN) Eaton és mtsai alapján (2005) Murphy és Riley (1962); Mackereth és mtsai (1989) • Összfoszfor (TP), ortofoszfát (SRP) alapján • Teljes szerves szén (TOC), oldott szerves szén (DOC), színes oldott szerves anyag V-Balogh és mtsai (2009) alapján (CDOM) • Klorofill a (Chl) Wellburn (1994) alapján • Bakterioklorofill a (b-Chl) Biel (1986) alapján • Autotróf pikoplankton (APP) MacIsaac és Stockner (1993) alapján • Nano- és mikroplankton (NMP) Utermöhl (1958) alapján • Bakterioklorofill tartalmú sejtek (BCC) Jiao és mtsai (2006) alapján • Heterotróf baktériumok mennyisége Hobbie és mtsai (1977) alapján (DAPI)

5.2.2. Aktivitás vizsgálatok

5.2.2.1. EcoPlate™

A bakteriális közösségek biokémiai aktivitásának feltérképezésére az EcoPlate™ (Biolog, Hayward, CA, USA) gyorsdiagnosztikai eljárást alkalmaztuk, amellyel a bakteriális közösségek szénforrás hasznosító képességét közvetlenül vizsgálni lehet az egyes közösségalkotó szervezetek tenyésztése nélkül. Az EcoPlate™ lemezek 31 féle szénforrást (szénhidrátokat, szerves savakat, aminosavakat, aminokat, amidokat és polimereket) tartalmaznak három párhuzamos reakcióban, amelyek hasznosítása színtelen, oxidált tetrazólium-ibolya redox-indikátor segítségével kolometriásan mérhető. A vizsgálat során steril körülmények között a 96-lyukú EcoPlate™ lemez minden mélyedésébe 150 µl került egy adott vízmintából, majd a lemezeket 28°C-os termosztátban inkubáltuk. A szénforrások hasznosítását mutató OD590 abszorbancia értékeket Magellán 7.0 szoftverrel ellátott Sunrise Reader (Tecan, Männedorf, Svájc) segítségével, a minták bemérésének pillanatában kontrollként (0. óra) és 120 óra elteltével olvastuk le. Kiértékeléskor a vízmintákban lévő mikrobaközösségek összehasonlításához a 120 órás inkubációs időhöz tartozó abszorbancia értékekből kivontuk a 0. órában mért értékeket, hogy a minták alapszíne ne befolyásolja a végső eredményeket, majd a párhuzamos cellák értékeit átlagoltuk.

A mikrobaközösségek szénforrás hasznosítását mutató átlagos színkifejlődés mértékét (AWCD), azaz a bakteriális közösségek összaktivitását végül az alábbi képlet szerint, Gomez és mtsai (2004) alapján számoltuk:

푂퐷 −퐶 AWCD= ∑ 푖 31 ahol „ODi” az i-edik csőben mért abszorpciós érték, „C” a kontroll csőben (desztillált víz) mért abszorpciós érték.

5.2.2.2. Bakteriális produkció mérése radioaktívan jelzett leucin felvételével

A bakteriális produkció mérése tríciummal jelölt leucin (L-[4,5-3H]; 140 és 190 Ci mmol-1 aktivitású, Perkin Elmer) felvételen alapuló technikával, Gasol (1999, www.cmima.csic.es/pub/gasol/Manuals/ProdBact/Leucine.htm) és Kirchman és mtsai (1985) alapján valósult meg. A módszer által megbecsülhetjük a bakterioplankton biomassza (fehérje) produkciójának mértékét az általuk felvett leucin mennyiségének mérésével. A kísérlethez szükséges kevert leucin oldatot a mintavétel előtt frissen készítettük a radioaktív és nem radioaktív leucint tartalmazó oldatokból 1:10 arányban, majd hűtve (4°C-on) tároltuk. A mintavétel helyszínén először 2 ml-es Eppendorf csőbe 1,2 ml vízmintát mértünk, majd 120 µl 50%-os triklórecetsav (TCA) oldatot adtunk a kontroll mintához a bakteriális produkció leállítása érdekében. A minta többi részéhez különböző koncentrációkban (20 nM, 40 nM, 70 nM, 100 nM, 200 nM) 3 párhuzamosban kevert leucin oldatot mértünk, majd az Eppendorf lezárása után vortex segítségével kevertük majd inkubáltuk az adott tóban, a mintavétel előtt előzetes becslés alapján meghatározott optimális ideig (0,5-1 óra). Az inkubáció letelte után a leucin felvételt 120 µl 50%-os TCA oldattal állítottuk meg. A magyarországi mintákat 4 órán belül, a romániai mintákat 24 órán belül az MTA ÖK BLI laboratóriumába szállítottuk, ahol azonnal megkezdődött a leucin oldattal inkubált minták feldolgozása. A bakterioplankton által felvett, tríciummal jelölt leucint centrifugálással választottuk el a vízmintában maradt, nem felvett leucintól (16000 g, 10 perc, 20 °C). A felülúszókat óvatosan leszívtuk, majd a pelletet 1 ml 5%-os TCA oldattal mostuk, vortex segítségével kevertük, újra centrifugáltuk a fent leírt módon, és a felülúszót eltávolítottuk. A pellethez 1 ml Bray-féle szcintillációs koktélt mértünk

(Bray, 1960), majd vortex segítségével kevertük ismét. A minták bakteriális produkcióját a folyadékban lévő radioaktív anyag által kibocsátott sugárzás és a Bray-féle koktél molekulái közötti ütközések (felvillanások) percenkénti számát megadó, az ún. detektálási aktivitás (DPM) mérésén keresztül, folyadék-szcintillátorral (TRI-CARB 2100TR Liqiud Scintillation Analyzer) határoztuk meg. A leucin felvétel mértékét (Leu) az alábbi képlet alapján számoltuk ki:

Leu (pmol Leu l-1 h-1) = (DPM minta – DPM üres) * T-1 * V-1 * CF-1 * 109, ahol, a „DPM minta” a minta DPM értéke, a „DPM üres” a kontroll DPM értéke, a „T” az inkubáció ideje (h), a „V” az inkubáció térfogata (l), és a „CF-1” kalibrációs érték (DPM kontroll érték átlaga). Minden tó esetében felvettünk egy telítési görbét (Michaelis-Menten enzimkinetika), hogy megállapítsuk az optimális leucin koncentrációt, ahol a felvétel sebessége eléri a maximumát. A kapott koncentráció értéken mért, felvett leucin koncentrációból becsültük a bakteriális produkciót (BP), amelyet az alábbi képlet alapján számoltuk ki:

BP (µgC l-1 h-1) = Leu * 131,2 * %Leu-1 * C:Protein * ID * 103, ahol a „Leu” az előző képletből kiszámolt leucin felvétel mértéke, a „131,2” a leucin molekuláris tömege, a „%Leu” a leucin aránya a teljes fehérje állományhoz képest (0,073; Simon és Azam (1989) alapján becsülve), a „C:Protein” a sejt szén-fehérje aránya (0,86; Simon és Azam (1989) szerint), az „ID” az izotóp hígítási foka (2; Simon és Azam (1989) szerint). A bakteriális produkció vizsgálatait Somogyi Boglárka és Tugyi Nóra segítette.

5.2.3. Tenyésztéses módszerek

5.2.3.1. A baktériumtörzsek izolálása és tenyésztése

A Sapientia Erdélyi Magyar Tudományegyetem (EMTE) munkatársai segítségével, az ELTE Mikrobiológiai Tanszéken, a Szent Anna-tó baktérium közösségének vizsgálata

44 során két új Rhizobiales (Alphaproteobacteria) fajt (SA-276T és SA-279T) izoláltak egy 2012-es mintavétel során. Felföldi és mtsai (2016) az izoláláshoz 20 g l-1 agart tartalmazó tó vizet használt, majd standard hígításos-szélesztéses technikát alkalmaztak 20-22 °C-on történő inkubációval.

5.3. táblázat. A tenyésztéses vizsgálatok során felhasznált baktériumtörzsek (1 új törzs, 2 SA-279T közeli rokon törzs, 3 SA-276T közeli rokon törzs, T típustörzs). Fajnév (kód) Törzsgyűjteményi szám Referencia Siculibacillus lacustris (SA-279T)1 DSM 29840T Felföldi és mtsai, 2019 Pleomorphomonas oryzae2 DSM 16300T Xie és Yokota, 2005 Phreatobacter oligotrophus2 DSM 25521T Tóth és mtsai, 2014 Rhizobium aquaticum (SA-276T)1 DSM 29780T Máthé és mtsai, 2018 Rhizobium tubonense3 DSM 25379T Zhang és mtsai, 2011 Rhizobium leguminosarum3 LMG 14904T Frank, 1879

Az izolálást követően, az új törzseket módosított R2A táptalajon tartottuk fenn, amely az eredeti leírásban megadott szénforrás mennyiségeknek csak a felét tartalmazta (DSMZ medium 830, www.dsmz.de). Az SA-276T törzset 7,0, míg az SA-279T törzset 5,5 pH-jú táptalajon növesztettük. Később az SA-276T YMA agaron (DSMZ medium 1031) és Rhizobium agaron (DSMZ medium 98) mutatott hatékonyabb növekedést. A doktori disszertáció keretében a tenyésztéses kísérletek során a két új baktériumtörzset és azok közeli rokon törzseit vizsgáltuk meg (5.3. táblázat) polifázikus taxonómiai módszerekkel.

5.2.3.2. A baktériumtörzsek jellemzése tenyésztés alapú módszerekkel

A közeli rokon törzsekkel párhuzamos elemzéseket az SA-279T törzs esetében R2A, az SA-276T esetében YMA táptalajon végeztük el. A táptalajok összetételét a 5.4. táblázat tartalmazza. A baktériumtörzsek számára optimális hőmérséklet (4, 10, 20, 25, 30, 37, 45, 55 °C, SA-279T esetében 65°C-on is), pH (4-11, SA-276T: 1, SA-279T: 0,5 lépték növekedés) és sókoncentráció értékeket (0-5%, SA-276T: 1%-os, SA-279T: 0,5%-os lépték növekedés) Felföldi és mtsai (2014) alapján határoztuk meg. Az SA-276T törzs anaerob körülmények -1 között történő nitrát redukcióját 1 g l KNO3-ot tartalmazó folyékony R2A médium és nitrát tápleves (Durham csövek; Barrow és Feltham, 2003) segítségével határoztuk meg,

45 amelyhez az oxigénmentes környezetet Anaerocult A Mini (Merck) gázgenerátor rendszer alkalmazásával hoztuk létre.

5.4. táblázat. A baktériumtörzsek tenyésztése során felhasznált táptalajok összetétele (*: DIFCO No. 3;

Oldat A: 1,0 g MgSO4 x 7 H2O + 100 ml H2O; Oldat B: 5,28 g CaCl2 x 2H2O + 100 ml H2O; Oldat C: 666 mg

FeCl3 x 6 H2O + 100 ml H2O). R2A YMA

Élesztőkivonat 0,5 g K2HPO4 0,5 g Proteózpepton* 0,5 g Na-glutamát 0,5 g Kazaminosav 0,5 g Mannit 10 g Glükóz 0,5 g Élesztőkivonat 1 g Oldható keményítő 0,5 g NaCl 0,05 g Na-piruvát 0,3 g Oldat A 10 ml

K2HPO4 0,3 g Oldat B 1 ml

MgSO4 x 7 H2O 0,05 g Oldat C 1 ml Desztillált víz 1000 ml Desztillált víz 1000 ml Agar 20 g Agar 20 g

A törzsek telepmorfológiáját egy telep közvetlen megfigyelésével vizsgáltuk meg. A sejtmorfológiát Claus (1992) szerinti Gram-festés után figyeltünk meg, míg a flagellum jelenlétét Heimbrook és mtsai által leírt módon ellenőriztük (1989). A mozgásképességet az SA-279T esetében 4 g l-1 agar tartalmú félszilárd R2A táptalaj alkalmazásával is megvizsgáltuk (Barrow és Feltham, 2003). Az oxidáz aktivitást és a kataláz reakciót Tarrand és Gröschel (1982), ill. Cowan és Steel (1974) szerint vizsgáltuk meg. Az SA-276T törzs esetében a kazeináz, az ureáz aktivitását és a keményítő hidrolízisét Smibert és Krieg (1994) alapján, míg a D-glükózból származó savtermelést Hugh és Leifson-féle (1953) oxidatív és fermentációs tesztekkel ellenőriztük. Mindkét törzs további metabolikus vizsgálatát API (analitikai profil index) 50 CH, API 20 NE és API ZYM (bioMérieux) tesztekkel végeztünk el a gyártó utasításai szerint. Az SA-276T törzs antibiotikumokra való érzékenységét YMA lemezeken vizsgáltuk meg antibiotikumot tartalmazó korongok (Bio- Rad) alkalmazásával, 3 napig tartó 28° C-os inkubálás után. A sejtfal diaminosavak, az izoprenoid kinonok, a zsírsavak és a poláris lipidek összetételének, valamint a genomi DNS G+C tartalmának meghatározását a Felföldi és mtsai (2011b) által részletesen megadott protokollok szerint végeztük el. Az API teszteket Tóth Erika (ELTE Mikrobiológiai Tanszék), a kemotaxonómiai vizsgálatokat Peter Schumann (DSMZ) végezte. Az SA-279T néhány tesztjének elvégzésében Márton Zsuzsanna segített.

5.2.4. DNS alapú módszerek

5.2.4.1. A DNS kivonása a vízmintákból

A vízmintákból a teljes genomi DNS-t az UltraClean Water DNA Isolation Kit (MoBio Laboratories, Carlsbad, CA, USA) segítségével vontuk ki a gyártó utasításainak megfelelően, azt a lépést leszámítva, hogy a sejteket Mixer Mill MM301 típusú sejtmalommal (Retsch, Haan, Németország) tártuk fel (2 perc, 30 Hz). A kivont DNS-t -20°C-on tároltuk további feldolgozásig.

5.2.4.2. A DNS kivonása baktériumtörzsek esetében

A baktériumtörzsekből történő DNS izolálás ún. alkalikus lízissel, nátrium-dodecil- szulfátot (SDS) tartalmazó NaOH oldat segítségével Birnboim és Doly (1979) alapján történt. A kivont DNS-t -20°C-on tároltuk további feldolgozásig.

5.2.4.3. A vízminták 16S rRNS gén szekvenálása MiSeq szekvenáló platform (Illumina) segítségével

Az újgenerációs szekvenálást kétféle platform segítségével valósítottuk meg, különböző fúziós primerek segítségével. A 16S rRNS gén V3 és V4 régióit megcélzó primerek mindkét platform azonos célszekvencia-specifikus résszel rendelkeznek [341F: CCT ACG GGN GGC WGC AG, Herlemann és mtsai (2011) alapján; 805R: GAC TAC (N/H)VG GGT ATC TAA TCC, Apprill és mtsai (2015) és Klindworth és mtsai (2013) alapján]. A CDOM gradiens mintasor (5.1. táblázat) bakteriális közösség összetételének meghatározását a MiSeq (Illumina) Dual Index amplikon szekvenálás segítségével valósítottuk meg. A szekvenáláshoz két PCR szükséges. Az első PCR a Bacteria doménre specifikus Illumina adapter N4-341F és 805NR primerek használatával, három párhuzamos reakció elegyben lett kivitelezve a 5.5. táblázat alapján, a módszer hibáinak minimalizálása érdekében.

5.5. táblázat. Az alkalmazott MiSeq Dual Index PCR összetétele (20 μl reakció-térfogat esetén). Végső koncentráció / mennyiség Összetevők 1. PCR 2. PCR 5xQ5 Puffer (New England Biolabs) 1x dNTP (New England Biolabs) 200 µM Forward primer 0,25 µM Reverz primer 0,25 µM Q5 HF DNS polimeráz (New England Biolabs) 0,02 U µl-1 DNS templát 1 μl 2 μl 1. PCR: 98°C 3 perc; 20 ciklus (98°C 10 mp, 48°C 30 mp, 72°C 30mp); 72°C 2 perc Hőprofil 2. PCR: 98°C 30 mp; 15 ciklus (98°C 10 mp, 66°C 30 mp, 72°C 30mp); 72°C 2 perc

Ezután a PCR termékeket 1%-os agaróz gélelektroforézis segítségével ellenőriztük, majd a PCR párhuzamos mintáit egyesítettük és mágneses gyöngyök segítségével tisztítottuk (Agencourt AMPure). A tisztítás sikerességét agaróz gélelektroforézissel (1%) ellenőriztük. A második PCR az előző primerekhez kapcsolódó, standard Illumina kompatibilis, duplán indexelt adaptereket tartalmazó primerek segítségével hajtottuk végre. Ezután a tisztítási lépés és annak sikerességének ellenőrzése a fent leírt módon történt. Majd a PCR minták koncentrációjának és térfogatának kiszámítása következett PicoGreen assay alkalmazásával, a minták egyesítése előtt. Az Illumina szekvenálást az NGI (National Genomics Infrastructure) Sweden SciLifeLab végezte.

5.2.4.4. A vízminták 16S rRNS gén szekvenálása GS Junior szekvenáló platform (Roche/454 Life Sciences) segítségével

A makrofiton mintasor (5.1. táblázat) bakteriális közösség összetételének meghatározásához szintén a 16S rRNS gén V3-V4 régióját szaporítottuk fel univerzális bakteriális primereket használva (ld. 5.2.4.3. fejezet), amelyet GS Junior (Roche/454 Life Sciences) platformon végzett piroszekvenálás segítségével valósítottuk meg. A módszer hibáinak minimalizálása érdekében a PCR amplifikáció három párhuzamos reakcióelegyben készült el. A felszaporított DNS-t (amplikonokat) a tisztítási lépés előtt egyesítettük, majd High Pure PCR Cleanup Micro kit segítségével (Roche/454 Life Sciences, Branford, CT, USA) tisztítottuk. Az amplikonok minőségellenőrzését 2100 Bioanalyzer (Agilent Technologies, Santa Clara, CA, USA) alkalmazásával végeztük. Az

48 emulziós PCR-t, az amplikonkönyvtár-feldolgozást és a piroszekvenálást egy GS Junior szekvenáló platformon segítségével végeztük el a gyártó Lib-L protokollja (Roche/454 Life Sciences) szerint. Az alkalmazott PCR összetételét az 5.6. táblázat tartalmazza. Az NGS alfejezetekben leírt munkában Csitári Bianka és Szabó Attila (ELTE Mikrobiológiai Tanszék) segített.

5.6. táblázat. Az alkalmazott Roche/454 Life Sciences PCR összetétele (20μl reakció-térfogat esetén). Végső koncentráció / Összetevők mennyiség Phusion HF Buffer (Thermo Fisher) 1x dNTP (Fermentas) 200 μM Forward primer 0,3 μM Reverz primer 0,3 μM Phusion HF DNS polimeráz (Thermo Fisher) 0,4 U µl-1 Bovine Serum Albumin (Fermentas) 0,4 μg μl-1 DNS templát 1μl Hőprofil 98°C 5 perc; 25 ciklus (95°C 40 mp, 55°C 2 perc, 72°C 1 perc); 72°C 10 perc

5.2.4.5. A törzsek 16S rRNS génjének szekvenálása Sanger módszerrel

A doktori kutatáshoz felhasznált újonnan leírt baktériumtörzsek (SA-276T és SA-279T) 16S rRNS gén szekvenciáját Máthé és mtsai (2014) által leírt módon amplifikáltuk és szekvenáltuk. A PCR-hez felhasznált primereket az 5.7. táblázat tartalmazza.

5.7. táblázat. A baktériumtörzsek vizsgálata során használt PCR primerek jellemzői. Primer neve Primer bázissorrendje (5'-3') Specificitás PCR Protokoll 27F AGA GTT TGA TCM TGG CTC AG Máthé és mtsai (2014) 16S rRNS gén 1492R TAC GGY TAC CTT GTT ACG ACT T alapján

5.2.5. Bioinformatikai és statisztikai analízis

A mintasorok (5.1. táblázat) nyers szekvencia adatainak egy része az NCBI Sequence Read Archive adatbázisban a BioProject PRJNA385391 hozzáférési számon keresztül hozzáférhető. A makrofiton mintasor esetében az egyedi leolvasásokat (read-eket) mothur v1.35 szoftver (Schloss és mtsai, 2009) segítségével dolgoztuk fel, a 454 standard protokoll

49 alapján (http://www.mothur.org/wiki/454_SOP, 04/07/2015) (Schloss és mtsai, 2011), míg a CDOM gradiens mintasor esetében egy későbbi mothur szoftvert (v1.38.1) és a MiSeq SOP strandard protokoll programot alkalmaztuk (Kozich és társai, 2013) az alábbi változtatásokkal: a make.contigs parancsnál a deltaq paraméter értéke 10. Az amplifikáció és a piroszekvenálás hibának minimalizálása érdekében elvégeztük a szekvenciák minőségi szűrését, továbbá a kiméra szekvenciákat a uChime program (Edgar és mtsai, 2011), ill. a csak egyszer előforduló (ún. singleton) szekvenciákat Kunin és mtsai (2010) alapján szűrtük ki és távolítottuk el a további elemzésből. A szekvenciák illesztését és taxonómiai besorolását a SINA v1.2.11 illesztő szoftverrel végeztük (Pruesse és mtsai, 2012) az ARB-SILVA SSU NR 99 referencia adatbázis-SILVA Release123 segítségével (Quast és mtsai, 2013). Az Archaea (0,05%) és a kloroplasztisz szekvenciákat (az összes adat 2,48%-a) kizártuk a további elemzésből (nem volt "Mitokondrium", "Eukaryota" vagy "ismeretlen" besorolás). A további elemzéseket operatív taxonómiai egységeken (OTU) végeztük el. Az OTU-kat 97%-os 16S rRNS génszekvencia-hasonlóság alkalmazásával állítottuk elő, amely Tindall és mtsai (2010) szerint megfelel a prokarióta fajszint-határnak. A bakterioplankton közösségek α-diverzitását Shannon-Wiener és inverz-Simpson (1/D) indexek alapján, és fajgazdagságát Chao1 és ACE (mennyiség-alapú lefedettség-becslő mutató) indexek alkalmazásával a mothur segítségével becsültük meg. Az eddig felsorolt bioinformatikai elemzések többségét Szabó Attila végezte el. A környezeti paraméterek és a bakteriális ill. alga közösség összetétel közötti összefüggéseket főkomponens-analízissel (PCA) állapítottuk meg vektor-illesztéssel kombinálva. Környezeti paramétereket "envfit" funkciójú vektorként (vegan programcsomag, Oksanen és mtsai, 2016) illesztettük a bakteriális közösség OTU-inak ill. az algák biomassza adatainak PCA ordinációjára, és az illesztések szignifikanciáját véletlenszerű permutációval vizsgáltuk az R program segítségével (R Development Core Team, 2016; http://www.r-project.org/). A PAST3 szoftverben (Hammer és mtsai, 2001) a hasonlósági százalékos (SIMPER) módszert (Clarke, 1993) alkalmaztuk annak meghatározására, hogy a bakteriális ill. az alga közösség tagjai milyen hatást gyakorolnak a minták elkülönülésére. A klaszterezett hőtérképeket seaborn grafikus statisztikai Python könyvtár segítségével (https://seaborn.pydata.org/introduction.html) hoztuk létre. A további adatelemzéseket PAST3 programmal végeztük el.

5.2.6. Filogenetikai analízis

A Rhizobiales taxonok összehasonlítását szolgáló törzsfa készítéséhez mindkét mintasor Rhizobiales rendbe tartozó OTU reprezentánsait, továbbá azok legközelebbi nemzetségeinek típusfajainak típustörzseit használtuk fel. A Rhizobium nemzetség esetében leszármazási vonalakként egy ill. néhány típustörzs reprezentánst választottunk, mivel a nemzetség parafiletikus. Az újként leírt fajok 16S rDNS gén alapon legközelebbi rokon típustörzseit is feltüntettük. A Rhizobiales OTU reprezentánsok azonosítását EzTaxon adatbázis (2017.10 verzió; Yoon és mtsai, 2017) segítségével, továbbá a 16S rRNS gén szekvencia illesztést a SINA Alignment Service (Pruesse és mtsai, 2012) segítségével végeztük el. A filogenetikai elemzést (amely magában foglalta a modell paraméterek keresését is) a MEGA 7.0 szoftverrel (Kumar és mtsai, 2016) végeztük.

6. Eredmények és értékelésük

6.1. Sekély tavak planktonikus mikrobiális közösségeinek változása a CDOM gradiens függvényében

6.1.1. A CDOM gradiens mintasor fizikai és kémiai paraméterei

A CDOM gradiens mintasor fizikai, kémiai és limnológiai tulajdonságainak vizsgálata során összesen 17 paramétert határoztunk meg, amelyet a 6.1. táblázat tartalmaz.

6.1. táblázat. A CDOM gradiens mintasor fizikai, kémiai ill. limnológiai paraméterei a mintavételi időpontokban. T: hőmérséklet, EC: fajlagos elektromos vezetőképesség, DO: oldott oxigén, TN: össznitrogén, TP: összfoszfor, SRP: oldott reaktív foszfor (ortofoszfát), TOC: összes szerves szén, DOC: oldott szerves szén, CDOM: színes oldott szerves anyag, Chl: klorofill a koncentráció, NMP: nano- és mikrofitoplankton biomassza, APP: autotróf pikoplankton, PCya: pikocianobaktérium abundancia, PEuk: pikoeukarióta alga abundancia, BCC: bakterioklorofill tartalmú sejtek, DAPI: heterotróf baktériumok mennyisége. A minták sorrendje a CDOM növekvő mennyisége szerint.

BS-C SA-C BK-C FO-C KO-C KL-C FK-C ZS-C MT-C SÉ-C

CDOM (mg l-1) 3,99 6,50 14,9 18,3 75,3 112 126 165 1022 3127 TOC (mg l-1) 8,87 5,54 12,0 13,0 21,1 24,3 29,9 106 71,3 636 DOC (mg l-1) 7,70 4,70 10,3 11,4 20,7 22,3 27,5 94,4 71,3 475 T (°C) 25 26 25 20 29 27 21 25 28 29 pH 9,3 8,3 9,3 9,5 8,9 7,8 9,3 10,2 4,1 10,4 EC (µS cm-1) 800 28 694 1880 830 644 2390 12710 65 18200 DO (mg l-1) 10,0 6,7 9,0 9,3 7,6 8,5 9,4 9,0 5,9 20,0 TN (mg l-1) 0,52 1,00 1,07 0,99 0,95 1,10 1,64 5,86 1,01 34,3 TP (µg l-1) 25,3 8,00 60,7 62,0 44,3 86,3 41,0 2940 233 32300 SRP (µg l-1) 2,0 2,0 10,3 11,0 18,7 10,7 9,70 3773 28,0 1187 Chl (µg l-1) 2,24 5,23 24,7 25,6 8,66 52,0 11,7 76,7 5,85 2759 NMP (mg l-1) 0,41 4,02 10,9 1,22 0,88 7,98 0,83 <0,01 2,21 80,0 APP (mg l-1) 0,05 <0,01 0,13 0,20 0,14 0,07 0,28 18,3 <0,01 <0,01 PCya (105 sejt ml-1) 1,00 <0,01 0,90 2,30 0,80 0,80 3,20 321 <0,01 <0,01 PEuk (104 sejt ml-1) <0,01 <0,01 <0,01 <0,01 0,30 1,00 0,70 97,4 <0,01 <0,01 BCC (106 sejt ml-1) 0,39 <0,01 1,26 2,33 4,85 5,31 2,82 37,0 <0,01 <0,01 DAPI (106 sejt ml-1) 2,60 0,30 5,70 3,70 6,80 12,3 9,30 114 0,80 69,9

A nyári, produktív időszakra jellemzően a vizsgált tíz minta vízhőmérséklete (T) 25-29 °C között változott, a Fertő minták (FO-C, FK-C) kivételével, ahol egy nagyobb nyári lehűlés következtében csak 20 °C körüli vízhőmérsékletet mértünk. A mérések alapján a minták oldott oxigén koncentrációja (DO) 6-10 mg l-1 közé esett (kivéve SÉ-C, ahol 20 mg l-1). A mért pH értékek alapján a Mohos lápszem (MT-C) a legsavanyúbb (pH 4,1) vizű élőhely az összes közül, míg a többire semleges közeli, vagy inkább lúgos kémhatás jellemző. Jóformán az összes további vizsgált fizikai és kémiai paraméter tekintetében a KNP-i szikes vízminták (SÉ-C, ZS-C) esetében egy vagy több nagyságrenddel nagyobb értéket mértünk. A huminanyagok mennyiségét jelző CDOM érték széles skálán, 3,99 mg l-1-től 3127 mg l-1-ig változott. A legnagyobb CDOM értékeket a szikes Sós-érben (SÉ-C) és a Mohos tőzeglápban (MT-C), a legkisebbet a Balaton Siófoki-medencéjében (BS-C) és a Szent Anna-tóban (SA-C) mértük. A tápanyagok tekintetében a legmagasabb értéket szintén a KNP-i szikes tavakban határoztuk meg, a ZS-C minta össznitrogén (TN) koncentrációja 5,86 mg l-1 ill. az összfoszfor (TP) koncentrációja 2940 µg l-1, az SÉ-C minta TN koncentrációja 34,3 mg l-1 ill. a TP koncentrációja 32300 µg l-1 volt. Ezzel szemben a legkisebb TN értéket a Balaton BS-C mintájában (0,52 mg l-1) ill. a legkisebb TP koncentrációt az SA-C mintában mértünk (8 µg l-1). A DAPI festéssel kapott összbaktériumszám értékei 0,3*106 sejt ml-1-től 114*106 sejt ml-1-ig változtak, a legalacsonyabb értéket a Szent Anna-tavi (SA-C) mintánál, a legnagyobbat a Zab-széki (ZS-C) mintánál tapasztaltunk. Grochowska és mtsai (2016) által módosított OECD (Organization for Economic Co-Operation and Development) index alapján a CDOM gradiens mintái közül az SA-C oligotróf, a BS-C mezotróf, a KO-C, a KL-C, az FO-C és a BK-C minták eutróf, a többi minta (FK-C, MT-C, ZS-C, SÉ-C) hipertróf kategóriába sorolható be. A módosított index a tápanyagtartalmat (TN, TP), klorofill a koncentrációt (Chl), a Secchi mélységet és a teljes szerves széntartalmat (TOC) veszi figyelembe, így a tápanyag és a TOC mennyiségének emelkedésével a minták trofitási szintje is növekszik. Korábbi kutatások eredményei megerősítik a disszertációban vizsgált tavak környezeti adatainak helyességét. A tanulmányozott tavak közül a Balatont (Vörös és mtsai, 2009b; Felföldi és mtsai, 2011a) és a Fertőt (Borsodi és mtsai, 1998; Somogyi és mtsai, 2010) vizsgálták hosszabb távon. A Balaton az elmúlt évekhez képest jelentős vízminőségbeli javulást mutatott (Kutics, 2013).

A többi vizsgált tó esetében csak néhány publikáció lelhető fel a szakirodalomban, ill. azon felül e tavakhoz kevés mikrobiológiai jellegű kutatás kapcsolódik. Felföldi és mtsai (2016) téli vizsgálatai alapján a Szent Anna-tó alacsony tápanyagtartalmú, nagyon tiszta, a mérés időpontjában fenékig átlátszó volt, míg a Mohos nagy huminanyag tartalmú (599 mg l-1 CDOM), savas pH-jú, ombrotróf tőzegláp, ahol alacsony redox potenciált mértek. A Mohos tőzegét vizsgáló kutatás kimutatta, hogy az itt lévő tőzeg magas rosttartalmú, részlegesen lebontott, barna színű, amelynek az állapotáért a mikrobiális tevékenység felel (Adumitroaei és mtsai, 2016). A KNP-ban található Zab-szék és a Sós-ér különleges szikes “tavak” környezeti paraméterei, mint a sekélység, a periodikus kiszáradás, a nagy hőingadozás, a nagymértékű turbiditás, a magas oldott huminanyag (CDOM) és tápanyag (TN, TP) koncentráció, a lúgosság és a hipertrófia együttese járul hozzá egy többszörösen extrém és egyedülálló vízi ökoszisztéma kialakulásához (Boros és mtsai, 2017). A Sós-ér és a Zab-szék planktonikus bakteriális közösségének összetételét még nem sokan vizsgálták (pl. Somogyi és mtsai, 2011; Korponai és mtsai, 2016; Szabó és mtsai, 2017). A Kolon-tó környezeti paramétereiről a doktori kutatáshoz kapcsolódó publikáción kívül, a disszertáció készültekor még nem található más információ a szakirodalomban.

6.1.2. A CDOM gradiens mintasor fitoplankton közösségének összetétele

A fitoplankton biomassza (nedves tömeg: NMP+APP) mintánként 0,465 és 80 mg l-1 érték között változott. A legmagasabb értékeket a Sós-érben (SÉ-C, 80 mg l-1), Zab- székben (ZS-C, 18,3 mg l-1), ill. a Balaton Keszthelyi-medencéjében (BK-C, 11,1 mg l-1) mértük, míg a legalacsonyabb biomassza értékeket a Balaton Siófoki-medencéjének (BS- C, 0,465 mg l-1), a Kolon-tó kotrás részének (KO-C, 0,925 mg l-1) ill. a Fertő belső tavacskájának (FK-C, 1,01 mg l-1) vízoszlop mintájából kaptuk. A fitoplankton biomassza adatok taxon szintű elemzése azt mutatta, hogy a tíz mintavételi pont fitoplankton összetétele phylum szinten is nagyon különböző volt (6.1.A. ábra). A minták fitoplankton közössége sem tótípusonként, sem tavanként nem mutatott jelentős hasonlóságot. A legtöbb mintára egyetlen phylum, akár egyetlen genus ill. faj számottevő hozzájárulása volt jellemző. A Szent Anna-tavi mintában (SA-C) kizárólag Dinophyta, a Mohos tőzeglápban (MT-C) Heterokontophyta, a Sós-érben (SÉ-C) Cyanobacterium törzsbe tartozó algák domináltak (6.1.A ábra). A BK-C, az FO-C, a KL-

C, a ZS-C mintákban szintén egy törzsbe tartozó algák járultak hozzá jelentős mértékben a fitoplankton biomasszához, azonban mellettük kis arányban megjelentek más törzsbe tartozó taxonok is. A BS-C, a KO-C és az FK-C mintákban több phylum alkotta a fitoplanktont.

6.1. ábra. A CDOM gradiens mintasor fitoplanktonjának taxonómiai összetétele mikroszkópos adatok alapján törzs (A) és faj (B) szinten. A kisméretű sejttel rendelkező csoportok esetében (pikoflagelláták, pikeukarióta algák, pikocianobaktériumok) ezzel a vizsgálattal még nemzetség szintű azonosítás sem volt lehetséges. A minták sorrendje a CDOM növekvő mennyisége szerint.

Nagyobb fitoplankton biomassza értéknél általában a taxon összetétel homogénebb volt (ld. 6.1 táblázat, 6.1.B. ábra). Emellett genus/faj szintjén is megfigyelhető volt egyes mintákban egyetlen taxon kizárólagos dominanciája. Azonban bizonyos csoportok több mintában is előfordultak, mint a pikocianobaktériumok (BS-C: 9,5%, FO-C: 8,6%, FK-C: 16,3%, ZS-C: 90,9%), az Euglena acus (Euglenophyta) (FO-C: 8,8%, KO-C: 18,9%), a Rhodomonas minuta (Cryptophyta) (BS-C: 6,4%, BK-C 6,3%, FK-C 12,3%), a Cryptomonas sp. (Cryptophyta) (BS-C: 8,6%, BK-C: 8,7%, KO-C: 5,4%, FK-C: 35,2%), és a Ceratium hirundinella (Dinophyta) (BS-C: 47,9%, KO-C: 14,3%, KL-C: 96,4%). A Rhodomonas nemzetség képviselői változatos élőhelyeken fordulhatnak elő, például olyan kis vagy közepes méretű, ill. nagy sekély, mezotróf tavak fitoplanktonjában is, ahol a fitoplankton tagjai érzékenyek a fellépő rétegződésre (B csoport), de sekély mezo-eutrof tavakban is jellemző lehet (X2 csoport; Padisák és mtsai, 2008). A Sós-ér (SÉ-C) mintában kizárólag az Anabaena spiroides (Cyanobacteria) volt megfigyelhető, amely az extrém magas TP koncentrációnak tudható be (Volk és Phinney,

1968), ezen felül nem egyedi eset az alkalikus, hipertróf tavakban a cianobaktériumok dominanciája (López-Archilla és mtsai, 2003). A Mohosban (MT-C) kizárólag a pikoflagelláták (Heterokontophyta) domináltak, amely megmagyarázható a víz magas szerves anyag tartalmával és a valószínűsíthetően alacsony predációs nyomással (Fouilland és mtsai, 2014). Egy megelőző vizsgálat során, a Mohos tőzeglápban télen nem volt megfigyelhető ez a jelenség, az alga közösséget több taxon alkotta, jellemzően hidegkedvelő Euglenophyta és Cryptophyta taxonok (Felföldi és mtsai, 2016). A páncélos ostoros Peridinium inconspicuum (Dinophyta) az SA-C minta fitoplankton közösségének 86,5%-át alkotta. A faj dominanciáját egy korábbi Szent Anna- tavi vizsgálat téli mintájában lévő magas (~66%) részesedése is megerősítette, a Cryptomonas fajok meghatározó mennyisége mellett (Felföldi és mtsai, 2016). A Peridinium inconspicuum taxon képes dominálni oligotróf, savas kémhatású tavakban a fitoplankton közösséget (Reynolds, 1998; Maileht és mtsai, 2012), akár egész évben is (Willén, 2003). Érdekes tény azonban, hogy 2018 óta a tó vizéből ez az alga szinte teljesen eltűnt és a helyét egy Staurastrum-rokon Charophyta alga vette át (Felföldi T. és Vörös L., publikálatlan eredmények) A KL-C mintában a Ceratium hirundinella (Dinophyta) 96,4%-kal járult hozzá az alga közösség biomasszájához. Ez a páncélos ostoros faj uralja általában nyár végén a mérsékeltövi huminos vizek fitoplankton közösségét (Graham és mtsai, 2004). A Kolon-tó nyílt vizében (KO-C) a Dinobryon sertularia (Heterokontophyta) 23,2%-kal, az Euglena acus (Euglenophyta) 18,9%-kal, a Ceratium hirundinella (Dinophyta) 14,3%-kal, továbbá a Cryptomonas sp. (Cryptophyta) 5,4%-kal járult hozzá a fitoplankton összetételéhez. Az Euglena acus főleg tavasszal és nyáron jellemző, autotrófiára és heterotrófiára egyaránt képes, szennyeződésekkel szemben toleráns, rendkívül elterjedt planktonikus alga (Chen, 2003; Jafari és Gunale, 2009). A Dinobryon sertularia tipikus nyári planktonikus alga, alacsony foszfor tartalmú vizekben nagy mennyiségben lehet jelen, mivel hatékony foszfát felvevő mechanizmussal rendelkezik (Wehr és mtsai, 2015), általában szerves savakban gazdag, kis, sekély, heterotróf tavakban gyakori (Padisák és mtsai, 2008). A Balaton Siófoki-medencéjéből vett (BS-C) mintában a Cyclotella sp. (Heterokontophyta) 21,8%-os arányban vett részt a fitoplankton közösségben. A Balaton Keszthelyi-medencéjéből vett (BK-C) mintában 26,1%-kal a Cylindrospermopsis raciborskii (Cyanobacteria), 30,8%-kal az Aphanizomenon flos-aquae (Cyanobacteria), továbbá 13,9%-os részesedéssel az Anabaena aphanizomenoides (Cyanobacteria) algák

56 voltak megtalálhatók. A Cyclotella sp.-t ebben az esetben az “E” ökológiai és funkcionális fitoplankton csoporthoz sorolhatjuk (ahová a Dinobryon-t is), hiszen a vizsgálatok a csoportot az “E” típusú élőhelyekről mutatták ki (Padisák és mtsai, 2008). A

Cylindrospermopsis raciborskii főleg meleg, keveredő vizekben (SN) jelenhet meg (Padisák és mtsai, 2008), amelyhez hasonló a Balaton vize. Az Aphanizomenon flos-aquae és az Anabaena aphanizomenoides fonalas cianobaktériumok eutróf, rétegzett vagy sekély, alacsony nitrogén tartalmú tavakban jellemzőek (H1), a Balaton Keszthelyi-medencéjének mintavételi pontja (BK-C) a mintavétel időpontjában eutróf volt, de a többi mintavételi ponthoz képest a nitrogéntartalma nem volt számottevően nagyobb (6.1. táblázat).

6.2. ábra. A CDOM gradiens mintasor leggyakoribb fitoplankton taxonjainak ábrázolása Reynolds-féle besorolásukkal, seaborn grafikus statisztikai Python könyvtár segítségével készített hierarchikusan- klaszterezett hőtérképen (clustermap). A taxonok nevében a színkódok a törzs szintű rendszertani besorolásukat jelzik. A besorolás kódjainak értelmezéséhez ld. Függelék 1. táblázatot. A hőtérkép maximum értéke (1,0) az adott fitoplankton képviselő biomasszájának 100%-a. A kevés adat miatt az ábrán látható csoportosulások alacsony megbízhatósággal rendelkeznek.

A Fertő nyíltvízi mintában (FO-C) a Heterokontophyta törzsbe tartozó, eredetileg tengeri környezetben kimutatott Campylodiscus clypeus (46,7%) és Surirella peisonis (14,0%) algák domináltak, amelyek a Fertő nyílt vizéhez hasonló gyakran felkeveredő, szervetlen anyagoktól zavaros vizekben is jellemzőek (MP csoport; Padisák és mtsai, 2008), azonban a Kis-Herlakni belső tóban (FK-C) már inkább szerves anyagban gazdag tavakra jellemző taxonok domináltak (Cryptomonas, Rhodomonas minuta). A fitoplankton fajok előfordulásának viszonyait egy hierarchikusan-klaszterezett hőtérképen ábrázoltuk (6.2. ábra), kiegészítve azok Reynolds-féle (Reynolds és mtsai, 2002) jellemzőivel, amelyet módosítottunk a Padisák és mtsai (2008) által javasolt besorolások segítségével. A fitoplankton biomasszát leginkább keveredő, szerves anyagban gazdag tavakra (mezotróftól hipertrófig) jellemző taxonok alkották. A funkcionális osztályozás alkalmas a sekély vizek fitoplankton közösségek osztályozására (Gebrehiwot és mtsai, 2017), amelyet a vizsgált mintákban megjelenő fitoplankton taxonok besorolása is megerősít. Az autotróf pikoplankton (APP) a Szent Anna-tóból (SA-C), a Mohos tőzeglápból (MT-C) és a Sós-érből (SÉ-C) nem volt kimutatható. Egy korábbi, téli mintavétel megerősítette, hogy az APP közösség hiánya a Szent Anna-tó és a Mohos tőzegláp egyedülálló vonása, amelyet nem lehet könnyen megmagyarázni (Felföldi és mtsai, 2016). A többi mintában a nyári időszakra jellemzően főleg a pikocianobaktériumok uralkodtak az APP közösségen belül (Vörös és mtsai, 2009b). A legmagasabb pikocianobaktérium (3208*104 sejt ml-1) ill. pikoeukarióta alga (97,4*104 sejt ml-1) sejtszámot a Zab-széken (ZS-C) mértük, ahol kizárólag a kisméretű pikoalgák alkották a fitoplankton közösséget. A többi mintában a pikocianobaktériumok száma átlagosan 8-32*104 sejt ml-1 értékek között változott, míg a pikoeukarióta alga sejtszám nem haladta meg a tízezret milliliterenként. Ez szintén jó egyezést mutat az irodalmi adatokkal, amely szerint a pikoeukarióták túlsúlya a hidegebb időszakra jellemző (Somogyi és mtsai, 2009). In situ és laboratóriumi vizsgálatokkal kimutatták, hogy a fitoplanktont alkotó sejtek lebomlása az eutróf tavakban jelentősen hozzájárul a CDOM mennyiségéhez, ezáltal befolyásolja a tápanyag forgalmat és a víz optikai tulajdonságait (Yamashita, 2004; Hanamachi és mtsai, 2008; Zhang és mtsai, 2009). A PARAFAC modell kísérletek rámutattak arra, hogy a fluoreszcensen gerjeszthető spektrum alapján a CDOM egyes komponensei fitoplankton eredetűek. Egy korábbi vizsgálat idején a Taihu-tóban a mért Chl koncentráció 3,8 és 155,1 μg l-1 közé esett, amely hasonló a CDOM gradiens kísérlet során vizsgált tavak Chl koncentrációhoz (kivéve a kiugróan nagy értékekkel rendelkező

SÉ-C minta), ezáltal feltételezhető, hogy a nyári időszak alatt a fitoplankton eredetű huminanyagok is jelentősek a bakteriális szervezetek anyagcseréjének szempontjából. Maileht és mtsai (2012) rávilágítottak arra, hogy a fitoplankton fajok eloszlását nem csak a tavak tápanyag koncentrációja, hanem más kémiai változók, például a víz alkalinitása és huminanyag tartalma is befolyásolja, amelyet a CDOM gradiens mintasorban kimutatott algák előfordulása is megerősít.

6.1.3. A CDOM gradiens mintasor bakterioplankton közösségének összetétele

A nyári tíz tóvízminta bakteriális 16S rRNS gén alapon végzett NGS elemzése során összesen több mint 150 000 szekvencia azonosítását végeztük el, amelyeket 27 különböző phylumba lehetett besorolni.

6.3. ábra. A CDOM gradiens mintasor bakteriális közösségeinek 16S rRNS gén alapú NGS-sel kapott fajtelítődési görbéi, szekvenálási jellemzői.

A lefedettségi értékek és a fajtelítődési görbék azt mutatták, hogy a szekvenálás minősége megfelelő volt minden fő taxon detektálásához (6.3. ábra). A szekvenálási eredmények értékelése során a cianobaktériumokat eltávolítottuk az adatsorból, mivel azokat már az előző fejezetben tárgyaltuk.

A CDOM gradiens mintasor bakteriális közösségeinek elemzésekor már baktérium phylumok szintjén is kijelenthető volt, hogy a mintavételi helyek jelentősen különböző bakteriális közösségekkel jellemezhetőek (6.4.A. ábra). A legtöbb mintában nagy számban fordultak elő a Proteobacteria (5-65%) és az Actinobacteria (7-72%, kivétel SA-C minta, ahol 0,75%) phylum baktériumai. A Proteobacteria két osztályának tagjai töltöttek be fontos szerepet a vizsgált mintákban, az Alphaproteobacteria csoportjai az erdélyi (MT-C: 65%, SA-C: 32%), a Fertő nyíltvízi (FO-C: 38%), az egyik balatoni (BK-C: 30%) és az egyik Kolon-tavi (KO-C: 23%) mintából kerültek ki nagyobb számmal, míg a Gammaproteobacteria osztály tagjai a Kolon-tó tündérrózsás részében (KL-C: 35%), a Fertő belső tavában (FK-C: 24%) és a Szent Anna-tóban (SA-C: 15%) voltak jelentősek. A Bacteroidetes (2-36%) törzs taxonjai változatos élőhelyeken fordultak elő, szikes és édesvízi mintákban egyaránt (BS-C, KO-C, SÉ-C, FK-C). A Szent Anna-tóban (SA-C) az Acidobacteria törzs képviselői alkották a bakteriális közösséget 28%-os arányban. A siófoki mintában (BS-C) a Plantomycetes (18%) és a Verrucomicrobia (11%) törzs tagjai is jelentősek voltak. A nemzetség (genus) szintű elemzés során kiderült, hogy néhány taxon több mintában is előfordult (6.4.B. ábra). A Sporichthyaceae hgcI klád tagjai (Actinobacteria) a KO-C mintában 12,5%-kal, a BS-C mintában 14,0%-kal, a FO-C mintában 15,1%-kal, ill. a BK-C mintában 30,4%-kal járultak hozzá a közösség összetételéhez. A hgcI csoport főleg tengeri aktinobaktériumokat tartalmaz, amelyek leginkább a nyári időszak alatt dominálnak (Lindh és mtsai, 2015), azonban a tagjait a tavak bakterioplanktonjából is kimutatták, például a hipertróf Taihu-tóból (Tang és mtsai, 2015), továbbá algavirágzás idején a szabadon élő baktérium közösség domináns részét alkothatják (Yang és mtsai, 2017). A Ilumatobacteraceae (Actinobacteria) CL500-29-es tengeri csoportjába tartozó baktériumok a BK-C mintában 12,0%-ban, az FO-C mintában 6,8%-ban, a BS-C mintában 6,7%-ban fordultak elő. A CDOM gradiens mintasor bakterioplanktonjának vizsgálata során az Actinobacteria törzsnek egyetlen tenyésztett képviselővel rendelkező nemzetségét sem mutattuk ki. A törzs egyik új családja az Ilumatobacteraceae (Asem és mtsai, 2018). A család CL500-29 jelzésű tengeri csoportja főleg sós vízben jellemző, de perialpin tóban (Salmaso és mtsai, 2017), édesvízi folyótorkolatban (Liu és mtsai, 2015a) is kimutatták.

6.4. ábra. A CDOM gradiens mintasor bakteriális közösségeinek 16S rRNS gén alapú NGS-sel feltárt taxonómiai összetétele törzs (A) és nemzetség szintjén (B). A nemzetség szintjén nem azonosított taxonokat csillag jelzi, a lehető legalacsonyabb taxonómiai szintű besorolásával. A Proteobacteria törzs esetében az osztályszintű besorolást tüntettük fel. A minták sorrendje a CDOM növekvő mennyisége szerint.

Az utóbbi élőhely esetében ezen csoport szempontjából a nitrát és nitrit bizonyult a legfontosabb tényezőnek (Liu és mtsai, 2015a), de megjelenésüket a környezet hirtelen megváltozása is okozhatja (Bunse és Pinhassi, 2017). Ez a csoport valószínűleg valamilyen “zavarás” (pl. meteorológiai események) következtében fordult elő csak a Balatonban és a Fertőben nagyobb részesedéssel. Az Alphaproteobacteria III. kládjába tartozó nem tenyésztett képviselők az FO-C mintában 37,7%-os, a BK-C mintában 28,2%-os, a KO-C mintában 14,0%-os, a BS-C mintában 5,3%-os részesedéssel voltak jelen. Az Alphaproteobacteria osztályba tartozó baktériumok morfológiai és metabolikus jellemzőinek tekintetében rendkívüli sokféleséget mutatnak, számos fontos taxon tartozik ide, többek között a Rhizobiales rend tagjai is, amelyek fontos szerepet tölthetnek be a tavak bakterioplanktonjában (Alexandre és mtsai, 2008). Azonban ezektől eltekintve a legtöbb minta esetében az adott vízminta bakteriális közösségében néhány egyedi taxon volt jelentős. A Mohos tőzegláp mintában (MT-C) tenyésztésbe nem vont Bacteria 25,4%-ban, tenyésztésbe nem vont Acetobacteraceae (Alphaproteobacteria) 26,9%-ban, tenyésztett képviselővel nem rendelkező Acidimicrobiia 7,1%-ban, míg a Novosphingobium (Alphaproteobacteria) nemzetség 33,3%-os arányban fordult elő a bakterioplanktonban. Az Acetobacteraceae család tagjai savas kémhatást kedvelő (acidofil) “ecetsav” baktériumok, míg az Acidimicrobiia család (Actinobacteria) kevés tenyésztett taggal rendelkezik, azonban DNS szekvenciájuk alapján változatos vizes élőhelyeken fordulhatnak elő (Norris, 2015), mint savas bányavízben, szennyvíziszapban, édesvízben vagy akár tengerben (Hu és mtsai, 2018). A Novosphingobium nemzetség szigorúan aerob, kemoorganotróf szervezetekből áll, változatos élőhelyeken fordulnak elő, mint talajban, gyökérben, klinikai mintákban, üledékben, desztillált vízben, fluid ágyas reaktorban is (Takeuchi és mtsai, 2001). Az erdélyi Szent Anna-tó (SA-C) vízmintájában a Bryobacter (Acidobacteria) 27,8%-kal, Rhizorhapis (Alphaproteobacteria) 24,0 %-kal, Mucilaginibacter (Bacteroidetes) 9,1%-kal, egy tenyésztésbe nem vont Simkaniaceae (Chlamydiae) baktérium 8,9%-kal, továbbá egy szintén tenyésztetlen Burkholderiaceae (Gammaproteobacteria) 8,3%-kal járult hozzá a taxonösszetételhez. A Bryobacter nemzetséghez lassan növekvő, Sphagnum tőzegből izolált kemoorganotróf baktériumok tartoznak (Kulichevskaya és mtsai, 2009). A Rhizorhapis korábban a Rhizomonas nemzetséghez tartozott, tagjait saláta gyökérből izolálták, obligát aerobok és oxidatív

62 anyagcserével rendelkeznek (Francis és mtsai, 2014). A Mucilaginibacter nemzetség több mint 20 fajt tartalmaz, amelyeket többféle élőhelyről, többek között tőzeglápból, talajból, édesvízből is izoláltak (Chen és mtsai, 2014). Ezek alapvetően kemoorganotróf fakultatív aerob szervezetek, továbbá egyes tagjai növényi anyagok (pl. cellulóz, pektin) bontására képesek (Pankratov és mtsai, 2007). A Simkaniaceae család egyetlen nemzetséggel rendelkezik, amely tenyésztett képviselői humán légzőszervi megbetegedésekkel hozhatók összefüggésbe, továbbá szabadon élő amőbákban is képesek szaporodni (Everett és mtsai 1999; Corsaro és mtsai, 2001). A Burkholderiaceae családot ökológiailag rendkívül sokrétű szervezetek jellemzik, és a csoport tagjai között fellelhetőek szaprotróf organizmusok, fitopatogének, opportunista patogének, valamint az emberek és az állatok elsődleges patogénjei is (Coenye, 2014). A Kolon-tó tündérrózsás részében (KL-C) a bakteriális közösség összetételét 12,2%-ban a Methyloparacoccus (Gammaproteobacteria), 6,1%-ban a Fluviicola (Bacteroidetes), 5,0%-ban a Mycobacterium (Actinobacteria) nemzetség tagjai, továbbá 11,4%-ban tenyésztésbe nem vont Roseiflexaceae (Chloroflexia), 5,7%-ban Verrucomicrobiae taxonok határozták meg. A Methyloparacoccus nemzetség tagjai kisebb tavakban fordulnak elő, mezofil, aerob metanotrófok, de nem termotoleránsok. A sejtek speciális vezikulát képző intracitoplazmatikus membránrendszerrel rendelkeznek, amelyek a metanotróf gammaproteobaktériumok esetében jönnek létre (Hoefman és mtsai, 2014). A Fluviicola nemzetség tagjai világszerte elterjedtek édesvizekben, szennyvízekben és a talajban (Dahal és Kim, 2018), szigorúan aerob, szénhidrát hasznosítók, továbbá Na+ ion jelenlétében nem képesek növekedni (O’Sullivan, 2005). A Mycobacterium genus majdnem 200 fajt tartalmaz, amelyek egy része emberi patogén, azonban nagyobb része vizes környezetben vagy talajban élő fajokból áll (Whitman és mtsai, 2012). Gupta és mtsai (2018) javasolták a genus 5 különböző kládba történő felosztását, amely alapján valószínűsíthető, hogy a Mycobacterium egy új csoportjának (Mycolicibacterium, Fortuitum-Vaccae klád) lebontó szervezetei találhatóak meg a Kolon-tóban. A Roseiflexaceae családba rózsaszín, pigmentált melegkedvelő, fakultatív fototróf szervezetek tartoznak (Gupta és mtsai, 2013). A legtöbb ismert Verrucomicrobia kemoheterotróf, amelyek anyagcseréjük során előnyben részesítik a komplex természetes poliszacharidokat. Nemrégiben izolált tagjai termo-acidofil metilotrófok (Hedlund, 2010). A Kolon-tó nyíltvízi részének (KO-C) bakterioplanktonjában a fent leírtakon kívül egy tenyésztésbe nem vont Methylacidiphilaceae családba tartozó nemzetség 6,9%-os

63 aránnyal vett részt, a család tagjai általában acidofil, termotoleráns, édesvízi, aerob, metanotróf baktériumok (Borrel és mtsai, 2011). Egy tenyésztésbe nem vont Nitriliruptoraceae (Actinobacteria) csoport (SÉ-C: 25,2%, ZS-C: 51,9%), és egy Balneolaceae (Bacteroidetes) csoport tagjait (SÉ-C: 13,9%, ZS-C: 5,0%) a KNP-i szikes mintákból mutattuk ki jelentős arányban. A Nitriliruptoraceae család baktériumai főleg szikes, hiperszalin tavakban lelhetőek fel, általában alkalofil, mérsékelten sótűrő aerob heterotrófok, amelyek nitrilek (C☰N) bontására képesek (Sorokin és mtsai, 2009). A Balneolaceae család “CK06-06-Mud-MAS4B-21” jelzésű csoportjait főként a Balti-tengerből mutatták ki (Lindh és mtsai, 2015). Nem újkeletű, hogy esetenként tengeri klád tagjai előfordulhatnak kontinentális sós és szikes tavakban is (Mentes és mtsai, 2014). A Sós-ér vizének (SÉ-C) bakteriális közösségét továbbá 6,0%- ban a Roseinatronobacter (Alphaproteobacteria), és két tenyésztésbe nem vont képviselő alkotta (6,6% Bacteroidia (Bacteroidetes), 18,0% Bacteria). A Zab-székben (ZS-C) levő mikrobiális közösség összetételéhez 6,5%-ban egy tenyésztetlen Ilumatobacteraceae (Actinobacteria) csoport is hozzájárult. Délkelet-szibériai szikes vízből származó Roseinatronobacter nemzetség tagjai alkalofil, mérsékelten halofil, szigorúan aerob, obligát heterotróf baktériumok, amelyek egyszerű szerves savakat, cukoralkoholokat, glükózt, fruktózt szén- és energiaforrásként, nitrit, nitrát, ammónia, aszpartát és glutamát vegyületeket nitrogén forrásként tudnak hasznosítani. Képesek litoheterotrófiára, tioszulfát elektrondonor segítségével (Sorokin és mtsai, 2000). A Bacteroidia tagjai többnyire anaerob anyagcserével rendelkeznek, bár vannak fakultatívan anaerob tagjaik is, szacharolitikusak, de esetenként fehérjék és más szubsztrátok felhasználására is képesek (Krieg, 2015). Szabó és mtsai (2017) korábban kimutatták az alkalo-halofil baktériumok jelenlétét ezekben a szikes tavakban (pl. Nitriliruptor), azonban a disszertációban vizsgált mintákhoz képest az Alphaproteobacteria csoportok jóval nagyobb arányban, míg az Actinobacteriumok kisebb arányban vettek részt a közösségben. A Balaton Siófoki-medencéjéből (BS-C) két tenyésztésbe nem vont Phycisphaeraceae (Planctomycetes) baktérium csoportot (CL500-3: 11,4%, egyéb: 5,5%), továbbá 5,2%-os részesedéssel a Chthoniobacteraceae édesvízi LD29 (Verrucomicrobia) taxont mutattuk ki. A Chthoniobacteraceae család típustörzse talajból izolált, aerob baktérium, amely egyszerűbb cukrok, cukorpolimerek és piruvát hasznosítására képes, de más szerves savakéra, aminosavakéra és alkoholéra nem (Sangwan és mtsai, 2004). A Phycisphaeraceae család tagjai főleg fakultatív anaerob anyagcserével rendelkező talaj- és

64 tengerlakók (Fukunaga és mtsai, 2009), de édesvizekben, folyókban és tavakban egyaránt domináns mennyiségben fordulhatnak elő, ahol a bakterioplankton fontos tagjaként a detritusz lebontásáért felelősek (Ntougias és mtsai, 2016). A Fertő Kis-Herlakni belső tavi (FK-C) mintában az Algoriphagus (Bacteroidetes) nemzetség tagjai 6,5%-ban, továbbá három tenyésztésbe nem vont csoport tagjai (Cryomorphaceae (Bacteroidetes): 14,5%-ban, Burkholderiaceae (Gammaproteobacteria): 7,1%-ban, Flavobacteriaceae (Bacteroidetes): 5,8%-ban) alkották a bakterioplanktont. Az Algoriphagus genus tagjai alapvetően hidegtűrőek, tengeri, sós környezethez adaptálódtak, szigorúan aerobok vagy fakultatív anaerobok, nem tápanyagigényesek és szacharolitikus tulajdonságúak (Bowman és mtsai, 2003; Han és mtsai, 2017). Édesvízben is előfordulhatnak (Rau és mtsai, 2012; Inan és mtsai, 2015). A Flavobacteriaceae család tenyésztésbe nem vont “NS3a” tengeri csoportját kizárólag a FK-C mintából mutattuk ki, ahol a bakterioplankton relatív abundanciájának 6%-át tette ki. Ez a környezeti változásokra jól reagáló, generalista csoport az északi tengerek vizsgálatakor került elő, a Balti-tengerből magas részesedéssel mutatták ki (Lindh és mtsai, 2016). A “NS3a” tengeri csoport dominanciája dinoflagelláta virágzáskor figyelhető meg (Yang és mtsai, 2015), valószínűleg ezért nem fordult elő nagyobb mennyiségben az FK-C mintában, hiszen a fitoplankton közösség nagy részét cryptofiták és cianobaktériumok alkották. A Cryomorphaceae család szigorúan aerob vagy fakultatív anaerob kemoheterotróf metabolizmusú, általában fonalas morfológiájú baktériumokat tartalmaz. Növekedésükhöz komplex feltételeket kell biztosítani, mint a konyhasót (NaCl), a szerves vegyületeket (nitrogénforrás), az élesztőkivonatot és a vitaminokat. A család típusnemzetsége hideg és tengeri környezethez adaptálódott (Bowman és mtsai, 2003). Szuróczki és mtsai (2017) a Fertőből a Flavobacterium-okat tenyésztés alapú módszerekkel is kimutatták, továbbá megállapították, hogy a Fertő nyíltvízi része és belső tavacskáinak bakteriális összetétele jelentősen eltér. A megfigyelt fajok száma és a fajgazdagság becslő indexek (Chao1 és ACE) a legmagasabb értékeket a Balaton-Siófoki (BS-C), a Kolon-tó kotrás (KO-C) és a Fertő nyíltvízi (FO-C) mintákban, a legalacsonyabb értéket pedig a Mohos tőzeglápi (MT-C) mintában mutatták ki (6.5. ábra). A diverzitási viszonyok tekintetében, az Inv. Simpson’s és Shannon-Wiener becslő módszerek alapján a legnagyobb diverzitási értékeket a Balaton Siófoki mintájából (BS-C), és a Kolon-tó tündérrózsás részéből (KL-C), míg a legalacsonyabbat a Mohos tőzeglápban (MT-C) és a Sós-érben (SÉ-C) tapasztaltuk.

6.5. ábra. A CDOM gradiens mintasor bakteriális közösségeinek 16S rRNS gén alapú NGS-sel feltárt fajszám becslő (A, B) és diverzitás indexei (C, D). A minták sorrendje a CDOM növekvő mennyisége szerint.

6.1.4. A CDOM gradiens mintasor mikrobiális aktivitása

A Biolog EcoPlate™ lemezek felhasználásával a tíz nyári vízmintával bakteriális közösségi szénforrás hasznosítási vizsgálatokat is végeztünk. 120 óra inkubáció után kapott korrigált OD értékek főkomponens elemzésekor (PCA) eredményként kapott biplot (6.6. ábra) az első két komponens figyelembevételével készült, melyek a teljes variancia 56,8%-át magyarázzák. Az első és a második főkomponens (PC) mentén is a Mohos tőzegláp mintájából (MT-C) kapott optikai denzitás értékek voltak a legjobban elkülönülők, a második főkomponens mentén a Szent Anna-tó (SA-C) is elkülönült. A minták szénforráshasznosításának különbségei leginkább szénhidrátoknak köszönhetőek, azonban

66 a minták elválására a környezeti paraméterek közül egyedül a pH illeszkedett szignifikánsan, de az is leginkább a MT-C nagyon eltérő pH értéke miatt.

6.6. ábra. A CDOM gradiens mintasor bakteriális közösségeinek Biolog EcoPlate™-tel kapott, korrigált OD értékeinek PCA biplot ábrázolása 120 óra inkubáció után. A minták a víztípus szerint vannak színezve (kék: édesvíz, piros: tőzegláp, zöld: szikes). Csak azok a szénforrások vannak feltűntetve, amelyek az elválás legalább 4%-áért felelősek. Sárga – szerves sav, zöld – polimer, lila – szénhidrát. A biplotra illeszkedő környezeti változókat piros nyilakkal ábrázoltuk, a csillagok az illeszkedés szignifikanciáját jelzik ('***' p <0,001; '**' p <0,01; '*' p <0,05; ',' p <0,1).

A 6.7. ábrán a tíz mintavételi pont bakteriális közösségének szénforrás hasznosítási profiljából seaborn grafikus statisztikai Python könyvtár segítségével készített, klaszterezett hőtérképe látható, amely a Biolog EcoPlate™ 31 szénforrása és a minták egymás közötti viszonyának megértését szolgálja. Az ábra jól mutatja, hogy a legintenzívebb szubsztrát hasznosítás a Mohosból származó mintában (MT-C) játszódott le, itt volt a legnagyobb az aminosavak felhasználtsága is. De nagy volt a szénforrás hasznosítás mértéke a Kolon-tó tündérrózsás részében (KL-C), a Balaton Keszthelyi- medencéjében (BK-C) és a Sós-érben is (SÉ-C). A legkisebb intenzitású szerves anyag hasznosítás a Szent Anna-tóban (SA-C) és a Kolon-tó nyílt vizében (KO- C) volt mérhető. A klaszterezett hőtérképen az is látható, hogy a magasabb tápanyagtartalmú Kolon- tavi (KL-C), Balatoni (BK-C) továbbá a Kis-Herlakni (FK-C) mintáinak baktériumközösségei EcoPlate™ elemzése alapján hasonló szubsztrátokat hasznosítottak,

67 ahogy a Kolon-tó nyíltvízi részében (KO-C), Balaton Siófoki-medencéjében (BS-C) és a Sós-érben (SÉ-C) lévő bakterioplankton is. A két erdélyi minta, a Szent Anna-tó (SA-C) és a Mohos (MT-C) bakteriális szénforrás hasznosítása is együtt klasztereződött. A BS-C, a KO-C és az SÉ-C minta bakterioplanktonja hasonló szénforráshasznosítási profillal rendelkezett. A többi minta bakteriális közösségei leginkább egyszerű szénhidrátokat hasznosítottak, amely elkülönítette őket a másik két csoporttól.

6.7. ábra. A CDOM gradiens mintasor bakteriális közösségének szénforrás hasznosítási profiljából készített, seaborn grafikus statisztikai Python könyvtár segítségével klaszterezett hőtérkép a Biolog EcoPlate™ 31 szénforrását megjelölve 120 óra inkubáció után számítva. A szénforrás neve mögötti felső index jelzi a szénforrás típusát (C: szénhidrát, P: polimer, S: szerves sav, F: aminosavak, A: amin, amid).

A szénforrások típusai alapján csoportosítva (6.8.A. ábra) látható, hogy bizonyos minták esetében a bakteriális közösségek a szerves savakat jobban hasznosították, mint a többi típusú szénforrást (BK-C, KL-C, FK-C, ZS-C, SÉ-C), azonban voltak minták, ahol a polimerek felhasználása volt nagyobb (FO-C, KO-C és MT-C). Az összes mintára nézve az aminok(/amidok) és az aminosavak felhasználása hasonló mértékű volt, kivéve a Fertő nyíltvízi mintáját (FO-C), ahol aminok szinte egyáltalán nem hasznosultak. A Richness érték a hasznosított szénforrások számát jelöli (6.8.B. ábra). A legtöbb féle szénforrást a Sós-érben (SÉ-C), Mohosban (MT-C) és a Balaton Keszthelyi- medencéjében (BK-C) használták fel a bakteriális közösségek, a legkevesebbet pedig a Fertő (FO-C) és a Kolon-tó nyílt (KO-C) vizében, valamint a Szent Anna-tóban (SA-C) értékesítették a mikroorganizmusok.

6.8. ábra. A CDOM gradiens mintasor mikrobiális szénforrás hasznosításának összehasonlítása a Biolog EcoPlate™ szénforrás típusok értékesítése alapján 120 óra inkubáció után számítva (A) és az ebből számolt tulajdonságaik alapján (B). AWCD: mikrobaközösségek szubsztrát hasznosítására utaló átlagos színfejlődés mértéke, R: fajgazdagság (Richness). A minták sorrendje a CDOM növekvő mennyisége szerint.

A bakteriális közösségek összaktivitását a Biolog EcoPlate™ vizsgálat OD értékeiből számolt szubsztrát hasznosítására utaló AWCD értékei mutatják (6.8.B. ábra). A legmagasabb értéket az erdélyi Mohos tőzegmohaláp (MT-C) esetében, a legkisebbet pedig a Kolon-tó nyíltvízi mintájában (KO-C) és a Szent Anna-tóban észleltük (SA-C). Egy folyóvíz és talajvíz baktériumait vizsgáló tanulmányban az AWCD értékek alapján a baktériumok nyáron aktívabbak voltak (Tiquia, 2010), ezért a nyári időszak alatt érdemes a bakteriális közösségek szénforrás hasznosítási potenciálját vizsgálni. A funkcionális sokféleség a CDOM gradiens mintasor esetében, az egyik Fertő minta (FO-C) kivételével hasonlónak mutatkozott, a bakteriális szervezetek átlagosan egyenlő mértékben hasznosították az ötféle szénforrást (6.8.A. ábra), azonban egyes szénforrások között jelentősek a különbségek (6.7. ábra). A Mohos (MT-C) bakterioplanktonjának esetében tapasztalt nagyobb funkcionális sokféleség a speciális tőzegmoha-asszociált baktériumközösségeknek lehet köszönhető. Erősen savas, ombrotróf tőzegmoha jelenlétében magasabb bakteriális diverzitást tapasztaltak (Bragina és mtsai, 2012). A tőzegmoha saját bakteriális közösséggel rendelkezik, a legtöbb magasabb rendű növénnyel ellentétben, mivel azok a környezetből szerzik a baktériumaikat; Bragina és mtsai, 2012). Ezek a tőzegmoha niché-k magukban hordozhatják a láp rendkívül specifikus bakteriális közösségeinek tagjait. Ezt megerősíti, hogy a 16S rRNS gén alapú NGS vizsgálatok alapján (6.5. ábra), az MT-C minta bakteriális közössége alacsony faj diverzitással, azonban az EcoPlate™ alapján magas funkcionális diverzitással jellemezhető, hiszen ez a vizsgálat speciális, sokféle szénforrást hasznosító baktériumok jelenlétére utal. A nagyobb AWCD-re (szénhidrát hasznosításra) magyarázat, ha növekszik a szénforrás mennyisége, növekszik az opportunista baktériumok mennyisége is, azonban az alacsonyabb AWCD már a nyári szénforrások kimerülésről tanúskodhat (Tiquia, 2010). Majdnem minden mintában a szerves savak hasznosítása volt a legaktívabb. A magas CDOM tartalmú tavakban fotokémiai folyamatok a huminanyagot biológiailag hasznosíthatóbbá, ill. fontos bakteriális szubsztráttá teszik (pl. oxálsav, hangyasav és ecetsav). A hosszabb nappali világítás szerves savakban gazdag DOC-ot és annak felhalmozódását eredményezi (Bertilsson és Stefan, 1998). Az eredmények arra utalnak, hogy nincs konkrét összefüggés a tavak bakterioplanktonjának metabolikus potenciálja és a CDOM tartalma között, hiszen az egyes bakteriális közösségekre jellemző szénforrás hasznosítás értékek klasztereződése nem követte a CDOM gradienst. Valószínűsíthető, hogy a különböző ökoszisztémák specifikus metabolikus potenciállal rendelkeznek (Comte és del Giorgio, 2009). Azonban

70 arra találunk bizonyítékot az irodalomban, hogy a bakterioplankton közösségek anyagcseréjében, metabolikus potenciáljában és a közösségek összetételében történő változások egyidejűleg következhetnek be (pl. DOC gradiens esetén: Kirchman és mtsai, 2004; Judd és mtsai, 2006), ezért nem zárható ki, hogy a CDOM gradiens mintasor esetében is ugyanez a jelenség figyelhető meg.

6.1.5. A CDOM gradiens mintasor becsült bakteriális produkciója

A bakteriális produkció (BP) meghatározása radioaktív tríciummal jelölt leucin segítségével a leucin bakteriális fehérjébe történő időbeli beépülését mutatja. A leucin módszer fiziológiai alapja a fehérjeszintézis. A biomassza produkció kiszámítható a fehérjeszintézis arányából, mivel a fehérje meglehetősen állandó frakciót (~ 60%-ot) tesz ki a bakteriális biomasszából. A fehérje és a teljes biomassza arányának ismeretében a fehérjeszintézis aránya átváltható teljes biomassza termelésre. Lehetőség van a bakteriális biomassza produkció kiszámítására anélkül, hogy ismernénk a bakteriális sejtek méretét. Ezenkívül a leucin nem alakul át más aminosavakká, amely a termelési arány túlbecsülését eredményezné. A leucin a bakteriális fehérjék meglehetősen állandó részét képezi (Kirchman és munkatársai, 1985, Simon és Azam, 1989), amely azt jelenti, hogy a leucin beépülésének változása nem a leucin/fehérje arány változásának tulajdonítható. Az eredményekből a Michaelis-Menten kinetika segítségével kiszámított leucin felvétel görbéi (6.9. ábra) jól mutatják, hogy a tavak bakteriális produkció rátája nagyon különböző. Azonban a legtöbb esetben a görbén jól látszik, hogy még nem érte el a kinetikai egyensúlyi állapotát 1 óra inkubációs idő után sem. -1 -1 A tíz tó bakteriális produkciójának aránya 0,73-290 휇gC l h között változott (6.10.A. ábra). A legkisebb értéket a Szent Anna-tavi (SA-C) mintából, a legnagyobbat a Sós-érből (SÉ-C) kaptuk. A Past3 szoftverrel készített Spearman-korreláció (6.10.B. ábra) statisztikailag szignifikáns összefüggéseket mutatott egyes mért környezeti paraméterek között. A tíz tó bakteriális produkció pozitív összefüggést (p <0,05) mutatott a TN, TP, SRP, TOC, DOC, CDOM értékeivel, továbbá a Chl és a fitoplankton biomassza (AB: NMP+APP) paraméterekkel is.

6.9. ábra. A CDOM gradiens mintasor bakterioplankton leucin felvételének kinetikája Michaelis-Menten egyenlet segítségével. Az inkubáció a vizsgált tóban történt, így az inkubációs hőmérséklet megegyezett a tó vizének mintavételkor mért hőmérsékletével. A tavakat a bakterioplankton produkciójának mértéke szerint csoportosítottuk (A-C).

Ha az elsődleges termelők mennyisége nő, akkor a szerves szén hozzáférhetősége szintén növekszik, amely a fokozott bakteriális produkciót támogatja (Eronen-Rasimus és mtsai, 2017). Bizonyos esetekben a bakteriális produkció kizárólagos regulátora a bomló alga sejtek mennyisége (Erikson és mtsai 1998), azonban más esetekben a foszfor a fő környezeti faktor, amely a bakteriális produkciót befolyásolja (Soares és mtsai, 2017).

6.10. ábra. A CDOM gradiens mintasor bakteriális produkció értékei (A), amellyel a mért limnológiai paraméterekkel korrelációt kerestünk a Spearman’s R koefficienssel számítva (B). A p> 0,05 szignifikanciájú mezőket x-szel jelöltük. BP: bakteriális produkció, T: hőmérséklet, EC: fajlagos elektromos vezetőképesség, TP: összfoszfor, TN: össznitrogén, SRP: oldott reaktív foszfát, TOC: teljes szerves széntartalom, DOC: oldott szerves széntartalom, CDOM: színes oldott szerves anyag, Chl: klorofill a koncentráció, AB: fitoplankton biomassza. A minták sorrendje a CDOM növekvő mennyisége szerint.

A bakteriális produkció a tápanyagokkal (pl. nitrát koncentráció, foszfor), és más környezeti faktorokkal (pl. sókoncentráció) többnyire korrelációt mutat, bár Maresca és mtsai (2018) csak nappal mutatták ki ezt az összefüggést. A sekély tavak bakteriális produkcióját az üledék újrafelkeveredése stimulálhatja, azonban Erikson és mtsai (1998) alapján a nagyobb bakteriális produkció valószínűleg inkább a fitoplankton biomassza nagy egységnyi koncentrációjának köszönhető. A fitoplankton a vízoszlop teljes hosszában megtalálható, azonban egy mély tó esetében ez már nem igaz.

6.1.6. Összehasonlító adatanalízis

A tíz nyári vízminta bakteriális közösség 16S rRNS gén alapú amplikon könyvtárainak OTU szintű összehasonlítását főkomponens analízissel (PCA) végeztük el, amely a 6.11.A. ábrán látható. Az elemzés során a tíz mintavételi pont szolgált objektumként, az egyes OTU-k pedig változóként. A biplot ábra első és második tengelye az összes variancia 61,7%-át magyarázza. A környezeti változók közül a pH, az elektromos vezetőképesség (EC), az SRP és a DAPI illeszkedett szignifikánsan az OTU-k eloszlására.

6.11. ábra. A CDOM gradiens mintasor nyári (A) baktérium és (B) alga közösségeinek PCA ordinációja az NGS és mikroszkópos adatok alapján. Csak azok a közösségi tagok lettek feltűntetve a biplot ábrán, amelyek legalább 2,5%-kal vagy 10%-kal (baktériumok vagy algák esetében) járultak hozzá a minták szétválásához a SIMPER-analízis alapján. Ezeket fekete nyilakkal jelöltük. A biplot-ra illeszkedő környezeti változókat piros nyilakkal ábrázoltuk, a csillagok az illeszkedés szignifikanciáját jelzik ('***' p <0,001; '**' p <0,01; '*' p <0,05; ',' p <0,1).

Az első főkomponens mentén leginkább a KNP-i szikes minták (SÉ-C, ZS-C), ill. a Balaton Keszthelyi-medencéjéből (BK-C) és a Fertő nyíltvízi részéből (FO-C) származó minták különültek el. Ezek elválását az EC, az SRP és a DAPI értékek magyarázhatják. Az elválásban szerepet játszanak a domináns közösségalkotók is: az Actinobacteria törzsbe tartozó Nitriliruptoraceae család és a Bacteroidetes törzsbe tartozó Balneolaceae család tenyésztésbe nem vont képviselői, továbbá az Alphaproteobacteria III. kládjába és a Sporichthyaceae hgcI kládba (Actinobacteria) tartozó nem tenyésztett csoportok tagjai. A második főkomponens mentén leginkább elkülönülő a Zab-szék (ZS-C) és a Mohos tőzegláp (MT-C) mintája volt. Az utóbbi elválásában szerepet játszott egy tenyésztésbe nem vont Bacteria csoport, az Alphaproteobacteria törzsbe tartozó Novosphingobium és az Acetobacteraceae család egy tenyésztetlen csoportja. A minták második főkomponens mentén történő elválását a pH változása magyarázhatja. A tíz nyári vízminta fitoplankton közösségeinek összehasonlítását főkomponens analízissel végeztük el, amely a 6.11.B. ábrán látható. Az elemzés során a tíz mintavételi pont szolgált objektumként, az egyes alga fajokhoz tartozó relatív biomassza értékek pedig változóként. A biplot ábra első és második tengelye az összes variancia 44,5%-át magyarázza. Az első és a második főkomponens mentén a Sós-ér (SÉ-C) és a Mohos tőzegláp (MT-C) fitoplankton közössége jelentősen elválik a többi mintától. A SÉ-C minta esetében az elválását az Anabaena spiroides (Cyanobacteria), a környezeti változók közül a DO, a TP és a TN tartalom, továbbá az EC okozta, a MT-C minta esetében az elválásért a pikoflagelláták (Heterokontophyta) és a kémhatás felelős. Az első főkomponens mentén a Kolon-tó tündérrózsás (KL-C) és a Balaton Siófoki-medencéjéből (BS-C) vett mintában lévő fitoplankton közösség némileg elválik a maradék hat mintától a Ceratium hirundinella (Dinophyta) miatt. A többi minta a második főkomponens mentén nagyon közel helyezkedik el egymáshoz, amely a pikocianobaktériumoknak köszönhető. A sekély tavak DOM állományát nagyrészben CDOM alkotja. A DOM összetétele és reakcióképessége (pl. fémkötés, biológiai és fotokémiai degradáció) eltérő lehet, mivel a DOM allochton, autochton és mikrobiális eredetű vegyületekből állhat, amelyek eloszlása a külső (környezeti tényezők) és a belső (elemi összetétel, molekulaszerkezet) tényezők tekintetében változik. A DOM összetételének változásával együtt jár a bonthatóságának (ill. a perzisztenciájának) megváltozása (Kellerman és mtsai, 2018). A mintázott, közel azonos CDOM/DOC tartalmú tavak (pl. KL-C, FK-C, ZS-C) jelentősen eltértek a mikrobiális közösség tekintetében, amely alapján a vízminták valószínűleg különböző CDOM összetételűek voltak.

A boreális tavakban kimutatták, hogy a bakterioplankton funkcionális biogeográfiáját a DOM befolyásolja, azonban a funkcionális és taxonómiai biogeográfia között nem feltétlenül van összefüggés (Ruiz-González és mtsai, 2015). A DOC és a CDOM tulajdonságainak tanulmányozása segít megérteni a globális és regionális szénkörforgalmat, azonban ezek vizsgálatára regionális modellek kidolgozása szükséges. A szárazföldi DOC vízbe kerülése jelentős CO2 forgalmat és szénforrás veszteséget eredményez, hiszen a legfontosabb vízi CDOM terresztiális eredetű, amelyet a vízgyűjtő terület és befolyó vizek nagyban befolyásolnak (pl. mezőgazdaság) (Li és mtsai, 2018). Egy tanulmány rávilágított arra, hogy a szerves szén típusa/redox állapota meghatározza a bakteriális közösség növekedési mintázatát. Az egyszerű szénhidrátok (acetát) gyors növekedést biztosítanak, azonban hamar tápanyag hiány lép fel (pl. TP), ellenben a tápanyagban gazdag huminanyaggal (CDOM) teli vizekkel, ahol a növekedés lassú, de folyamatos (Hofmann és Griebler, 2018). Ez magyarázattal szolgálhat arra a jelenségre, hogy a EcoPlate™ alapján polimereket sokkal nagyobb mértékben hasznosító FO-C minta bakteriális közösségének produkciója a legtöbb mintához képest alacsony volt. Az FO-C mintában kevés volt a CDOM, amely alapján bakterioplankton tagjai nagy valószínűséggel algaeredetű polimereket hasznosítottak, bár ez nem zárja ki az egyszerű szénhidrátokat hasznosító szervezetek jelenlétét sem, amelyet a szekvenálási eredmények is megerősítettek. Tranvik (1988) 10 oligotróf tóból származó bakterioplanktont vizsgált meg tenyésztéses módszerekkel, ahol a tavak a tiszta vizűtől a magas huminanyag tartalmúig változtak. Kimutatta, hogy a biomassza pozitívan korrelált a humin és DOC mennyiségével, amelyet a CDOM gradiens mintasor eredményei is megerősítenek. A minták bakteriális közösségeinek különbsége nemcsak a CDOM gradiensnek, hanem az eltérő sókoncentrációnak ill. a kémhatásnak is köszönhető. A Chesapeake öböl rodopszin termelő baktériumainak vizsgálata során eltolódást találtak a bakteriális közösség összetételében a sógradiens mentén. A metagenomikai és metatranszkriptomikai adatok arra utaltak, hogy az alacsony sótartalmú mintákban az Actinobacteria és a Bacteroidetes taxonok voltak gyakoriak, míg a magas sótartalmú mintákban a SAR11 típusú Alphaproteobacterium csoport volt jellemző (Maresca és mtsai, 2018). A környezeti tényezők mellett a szervezetek egymásra hatása is lényeges lehet a közösségek összetételének szempontjából. Számos cianobaktérium antibiotikumot termel heterotróf baktériumok ellen, mint a például a Balaton Keszthelyi-medencéből is

76 kimutatott Aphanizomenon flos-aquae és Cylindrospermopsis raciborskii planktonikus cianobaktériumok (Gross, 2003).

6.2. Eltérő makrofiton állományú élőhelyek planktonikus mikrobiális közösségének különbségei

6.2.1. A makrofiton mintasor fizikai és kémiai paraméterei

Az őszi Kolon-tavi mintavételi pontokon hasonló fizikai és kémiai paramétereket mértünk (6.2. táblázat). A nyíltvízi mintákban (KO-M és KO-S) kissé magasabb volt az oldott oxigén (DO) koncentráció. Az aljzathoz közeli rencés (KB-B) mintában alacsony pH-t, DO-t mértünk, és magasabb koncentrációban észleltük a bakterioklorofill a-t, szervetlen tápanyagokat (TP, SRP). A minták hőmérséklete a téli időszakra jellemzően 8,9 és 9,9 °C közötti (ezért ezek kimaradtak a statisztikai elemzésekből) és a pH semleges volt. A víz barnaságát jelző érték (CDOM) 124 mg l-1 és 273 mg l-1 közé esett, amely alapján a Kolon-tó Hessen és Tranvik (1998) besorolása szerint az erősen színes vizek csoportjába tartozik (> 100 Pt egység). A Chl tartalomra 5 és 10 μg l-1 közötti értékek voltak jellemzőek, kivéve a KR-S és a KB-B mintákat, ahol ez az érték magasabb volt. A tápanyagok átlagos mennyisége (TP és TN) és a klorofill a (Chl) tartalom alapján a minták mezo-eutróf víztípusba tartoznak (Wetzel, 2001). A CDOM valószínűleg a lebomló makrofitonból származott, mivel a mintavétel a vegetációs időszak után történt (azonban meg kell jegyezni, hogy a bomló nád folyamatosan jelen van a tóban). Emellett a Kolon-tavat semmilyen befolyó víz (pl. patak) nem táplálja, ezért valószínűsíthető, hogy a tóvízben lévő DOC szinte kizárólag autochton eredetű. A Kolon-tóhoz hasonlóan sekély (1-1,5 m mély) és nagyrészt náddal borított Kis- Balaton víztározót értintő stabil szén izotópos kísérletek során, V-Balogh és mtsai (2006) kimutatták, hogy 1 g nádlevél aerob körülmények között legalább 20 mg DOC-ot és 200 mg CDOM-ot eredményez, míg az anaerob bomlás során 30 mg DOC és 200 mg CDOM termelődik. Mivel a Kolon-tóból gyűjtött őszi mintákban a fitoplankton mérsékelten fordult elő (ld. Chl koncentráció), ezért a CDOM (és más, a bomló növényi anyagból származó vegyületek) értelemszerűen fontos energia- és szénforrás a bakterioplankton számára (Moran és Hodson, 1990a).

6.2. táblázat. A makrofiton mintasor fizikai, kémiai és limnológiai paraméterei. Rövidítésjegyzéket ld. 6.1. táblázat. KO-S KO-M KR-S KB-S KB-M KB-B KL-S KL-M KL-B T (°C) 9,8 9,7 9,9 9 8,9 9 9,8 9 8,9 pH 7,5 7,6 7,1 7,1 7,26 6,9 7,8 7,6 7,3 EC (µS cm-1) 482 494 388 510 523 769 423 382 363 DO (mg l-1) 7,2 7,1 3,4 3,8 3,53 0,4 3,3 2,4 2,5 TN (mg l-1) 1,2 1,2 1,8 1,3 1,24 1,8 1,8 1,1 1,3 TP (µg l-1) 29,5 20,7 40,2 14,6 30,5 80,8 27,1 25,9 25,3 SRP (µg l-1) 3,0 3,2 4,4 4,2 3,16 13,1 3,0 4,3 3,8 TOC (mg l-1) 20,8 22,5 29,4 28,3 28 32,6 25,4 21,3 22,4 DOC (mg l-1) 20,4 21,5 23,2 27,8 25,8 30,1 20,9 19,2 19,8 CDOM (mg l-1) 124 126 163 210 204 272 163 158 154 Chl (µg l-1) 6,0 7,1 21,7 6,7 7,2 67,7 9,9 6,0 5,1 b-Chl (µg l-1) <0,01 <0,01 <0,01 <0,01 <0,01 8,4 <0,01 <0,01 <0,01 NMP (µg l-1) 700 647 1493 706 1122 336 859 467 208 APP (µg l-1) 15 12 <0,01 <0,01 <0,01 <0,01 2,0 8,0 4,0 PCya (104 sejt l-1) 2,9 1,4 <0,01 <0,01 <0,01 <0,01 <0,01 <0,01 <0,01 PEuk (104 sejt l-1) <0,01 0,2 0,1 <0,01 <0,01 <0,01 0,1 0,4 0,2 BCC (104 sejt l-1) 53,1 58,2 85,3 46,1 41,2 278,7 <0,01 74,3 51,1 DAPI (106 sejt l-1) 1,9 2,9 2,2 1,1 2,1 6,8 2,7 2,7 2,1

6.2.2. A makrofiton mintasor fitoplankton közösségének összetétele

A mintákban a fitoplankton biomassza (nedves tömeg: APP és NMP) 200 és 1500 μg l-1 között változott. A legmagasabb értékeket a nádasban és az egyik rencés mintában észleltük (KR-S, KB-M), míg a legalacsonyabb biomassza értékek a rencés (KB- B) és tündérrózsás (KL-B) mintavételi pont vízoszlopának aljából vett mintákban voltak. A Kolon-tavi minták fitoplankton biomasszájának vertikális koncentráció csökkenése egyes mintavételi helyszíneken pozitívan korrelált a DO-val. Az APP biomassza elhanyagolható volt minden mintában (6.2. táblázat). A mintavételi helyek többségén a fitoplanktont kis cryptofiták (Cryptomonas sp.) dominálták, azonban a kotrás (KO) és tündérrózsás (KL) mintavételi pontokon (6.12. ábra) a heterokont flagelláták (Dinobryon divergens) jelentős mennyiségű hozzájárulását figyeltük meg. Az euglenofiták (Euglena acus, Phacus pyrum és Strombomonas sp.) szintén szignifikáns mértékben járultak hozzá a rencés mintavételi hely felszíni és középső rétegeinek (KB-S, KB-M), valamint a tündérrózsa által dominált mintavételi hely (KL)

78 fitoplankton biomasszájához. A rencés mintavételi pont oxigénhiányos mintájában (KB-B) lévő fitoplankton szignifikánsan különbözött a többi mintától: a kisméretű chrysoflagelláták (Heterokontophyta) szinte kizárólagos dominanciát mutattak.

6.12. ábra. A makrofiton mintasor fitoplanktonjának taxonómiai összetétele mikroszkópos adatok alapján törzs (A) és faj (B) szinten

A mikroszkópos eredményeken alapuló biomassza értékek segítségével klaszterezett hőtérképet készítettünk (6.13. ábra), ahol jól látható, hogy ugyanarról az élőhelyről származó minták több esetben együtt csoportosultak, továbbá azok az algák, amire ugyanaz a besorolás jellemző, szintén.

6.13. ábra. A makrofiton mintasor leggyakoribb fitoplankton taxonjainak ábrázolása Reynolds-féle besorolásukkal, seaborn grafikus statisztikai Python könyvtár segítségével készített hierarchikusan- klaszterezett hőtérképen (clustermap). A taxon színkódok a törzs szintű rendszertani besorolásukat jelzi (narancssárga: Cryptophyta, piros: Heterokontophyta, zöld: Euglenophyta).

A Reynolds-féle besorolás alapján a mintákról elmondható, hogy főleg tápanyagban gazdag tavakra jellemző fitoplankton csoportok domináltak. A “chrysoflagelláták” a fixált mintában nemzetség szinten nem meghatározható, különféle Cryptomonas-rokon csoportok tagjainak gyűjtőneve, amelyekre általában mixotróf anyagcsere jellemző (Padisák, 1996). Ezek a téli időszakban, nagy SRP esetében abundánsak lehetnek (Yand és mtsai, 2016). A Navicula sp. az MP csoportba sorolható, gyakran felkeveredő, szervetlen anyagoktól zavaros vizekben jellemző (Padisák és mtsai, 2008). A Phacus pyrum (W1) szerves anyagban gazdag vizekben; a Strombomonas (W2) jelenléte mezo-eutróf sekély vizekben jellemző (Padisák és mtsai, 2008). A makrofiton erősen meghatározza a fitoplankton összetételét és biomasszáját, továbbá az utóbbi befolyásolhatja a bakteriális közösségeket is (Wetzel, 2001; Grossart és Simon, 2007). A nyíltvízi (KO) és a tündérrózsás mintavételi pontokon (KL) egy tipikus planktonikus alga, a Dinobryon divergens volt a leggyakoribb. Mivel a tündérrózsa levelek nagy része a mintavétel idejekor már lebomlott, az algák számára hasonló körülmények voltak jelen, mint a nyílt vízben. A Cryptomonas szinte minden mintavételi ponton a fitoplankton közösségében domináns szerepet töltött be. Ez az alga előnyben részesíti a nagy szervesanyag-tartalmú élőhelyeket. A vizsgált minták esetében a bomló makrofitonból nagymennyiségű szerves anyag származhatott. A Kolon-tó fitoplankton adatait összehasonlítottuk a Fertő korábbi mikroszkópos adataival (Somogyi és mtsai, 2010). A Fertő a Kolon-tóhoz hasonlóan sekély, mezo-eutróf tó, turbid nyíltvízi résszel és nádassal körülvett barnavizű belső tórendszerrel rendelkezik. Mindkét tóban jellemzőek voltak a Heterokontophyta és a Cryptophyta algák, továbbá a Cryptomonas nemzetség tagjai. A Fertő esetében Somogyi és mtsai (2010) megállapították, hogy a nádas övből (mesterséges csatorna) vett minták egyértelműen elkülönülnek a nyílt víztől, hasonlóan a Kolon-tóhoz. Sajnos a további összehasonlítás nem lehetséges, mivel a Fertő planktonikus alga közösségét a pikofitoplankton (a teljes fitoplankton biomassza akár 80%-a) dominálta, amely a Kolon-tóban elhanyagolható volt, és ennek a csoportnak a taxonómiai összetétele csak a DNS-szekvenálás segítségével vizsgálható.

6.2.3. A makrofiton mintasor bakterioplankton közösségének összetétele

A makrofiton mintasorhoz összegyűjtött téli Kolon-tavi mintákból összesen 51757 db megfelelő minőségű bakteriális 16S rRNS gén szekvenciát nyertünk ki az újgenerációs

80 szekvenálás révén. A lefedettségi értékek és fajtelítődési görbék (6.14. ábra) azt mutatták, hogy a szekvenálás minősége megfelelő volt az összes fő taxon detektálásához.

6.14. ábra. A makrofiton mintasor NGS-sel feltárt bakteriális közösségeinek fajtelítődési görbéi, szekvenálási jellemzői.

Már baktérium phylumok szintjén is jól látszott, hogy az eltérő makrofiton állományú mintavételi helyek különböző bakteriális közösségekkel jellemezhetőek (6.15.A. ábra). Az összes mintát a Proteobacteria (36-72%), a Bacteroidetes (12-33%) és az Actinobacteria (5-26%) törzsek tagjai uralták, de az anoxikus rencés (KB-B) mintában a Chlorobi törzs (54%) volt a legdominánsabb. A proteobaktériumokon belül a béta- és gammaproteobaktériumok a kotrás (KO) és a rencés (KB) mintákban, a deltaproteobaktériumok a tündérrózsa uralta mintákban (KL), míg az alfa- és bétaproteobaktériumok a nádas mintában (KR) fordultak elő a legnagyobb arányban. A 6.3. táblázat a 10 leggyakoribb tenyésztésbe vont baktérium nemzetség tulajdonságait mutatja, míg a 6.15.B. ábrán minden jelentős, detektált nemzetséget ábrázoltunk. A Rhodoluna, a Polynucleobacter, a Limnohabitans, a Flavobacterium és egy tenyésztésbe még nem vont Actinobacteria (hgcl klád) nemzetségek tagjai minden mintában jelentősek voltak. A tündérrózsás belső tó (KL) bakterioplankton közösségeinek jellegzetes tagjai a Bacteriovorax, Methylobacter és Limnohabitans nemzetségek tagjai közül kerültek ki. A Crenothrix és Methylocaldum nemzetségek képviselői csak a nyíltvízi mintákban (KO) voltak jelen. A Methylcoccales (CABC2E06) tenyésztésbe még nem vont tagjait a rencés mintavételi pont felső rétegeiből (KB-S és KB-M minta) és a tündérrózsás mintákból (KL) mutattuk ki.

6.15. ábra. A makrofiton mintasor bakterioplankton közösségeinek taxonómiai összetétele törzs (A) és nemzetség szintjén (B) az NGS adatok alapján. A nemzetség szintjén nem azonosított taxonokat csillag jelzi, a lehető legalacsonyabb taxonómiai szintű besorolásával. A Proteobacteria törzs esetében az osztályszintű besorolást tüntettük fel.

A Rhizobiales rend egy tenyésztetlen csoportja jelentős mennyiségben fordult elő a nádas mintában (KR-S). Eltérő közösségeket találtunk a rencés mintavételi hely anoxikus mintájában (KB-B): a Chlorobium nemzetség, ill. a Chlorobiaceae osztály, a Desulforomonadales rend, a Parcubacteria (OD1) és a Bacteroidetes törzs tenyésztésbe nem vont csoportjaiba sorolt baktériumok voltak jellemzőek. Az NGS eredmények (6.15. ábra) azt mutatják, hogy a mintákban több olyan baktériumtaxon jelen volt, amelyek képesek a bomló növényi anyagokat vagy huminanyagokat felhasználni. A Bacteroidetes phylum tagjai főként kemorganotróf baktériumok, amelyek különböző szerves anyagok fogyasztására képesek (Krieg és mtsai, 2011), míg az édesvízi pelagikus Actinobacteriumok szelektíven hasznosítják a DOC-ot vagy a CDOM-ot (Rosenberg, 2013). Az összes mintában nagy mennyiségben fordultak elő általános planktonikus édesvízi nemzetségek, mint a Rhodoluna, a Polynucleobacter, a Limnohabitans genuszok és az Actinobacteria tenyésztetlen hgcl klád képviselői.

6.3. táblázat. A tenyésztett baktérium nemzetségek százalékos eloszlása a Kolon-tó különböző élőhelyein, NGS alapján. Metabolizmus: CO: kemoorganotróf, RE: légző anyagcsere, PR: erős proteolitikus aktivitás, M: makromolekulák lebontása, LA: litoautotróf, ME: metanotróf/metilotróf. Oxigénhez való viszony: (s/f)AN: (szigorúan/fakultatív) anaerob, (s)AE: szigorúan aerob. Besorolás Nemzetség Anyagcsere Viszonya KO KR KB KL típus oxigénnel

Actinobacteria Microbacteriaceae Rhodoluna CO AE 3,8% 3,2% 4,2% 1,6% Bacteroidetes Cytophagaceae Pseudarcicella CO AE 3,8% 0,7% 3,2% 0,8% Flavobacteriaceae Flavobacterium CO, RE, PR, M sAE 5,3% 7,1% 10,9% 5,9% Chlorobi Chlorobiaceae Chlorobium LA sAN 0% 0% 16,8% 0,6% β-Proteobacteria Burkholderiaceae Polynucleobacter CO fAN 5,3% 5,9% 3,7% 5,2% Comamonadaceae Limnohabitans CO fAN 6,2% 5,8% 4,5% 8,7% δ-proteobacteria Bacteriovoracaceae Bacteriovorax CO, RE AE 0% 3,2% 0% 12,0% γ-proteobacteria Crenotrichaceae Crenothrix ME sAE 5,7% 0,1% 0% 0% Methylococcaceae Methylobacter ME, RE sAE 0% 2,8% 0,2% 9,6% Methylococcaceae Methylocaldum ME 4,8% 0,3% 0% 0,1%

A Flavobacterium egy tipikusan olyan nemzetség, amely makromolekulák lebontására képes (Krieg és mtsai, 2011). A Polynuclebacter nemzetség tagjai a huminsavak fotodegradációs termékeit hasznosíthatják az oxikus, huminanyagban gazdag élőhelyeken (Jezberová és mtsai, 2010), de néhány szabadon élő Polynucleobacter (a

Limnohabitanshoz hasonlóan) az algák elsődleges termeléséből származó szubsztrátokra támaszkodik. A Limnohabitans baktériumok előnyben részesítik az egyszerű szénforrásokat, a monoszacharidokat (pl. fruktózt, glükózt és mannózt) és bizonyos aminosavakat (pl. L-alanint; Jezbera és mtsai, 2012). A mikrobiális közösségek taxonómiai összetételének különbségei egyértelműen megfigyelhetők voltak a mintavételi helyek között. Ezek a különbségek nemzetség szintjén jobban észlelhetőek voltak, mint a phylumok szintjén (6.15. ábra). A mintavételi pontok közül a rencés (KB) bakterioplankton összetétele tért el a legjobban. A rencés által dominált belső tó legmélyebb mintavételi pontján (KB-B) volt a legalacsonyabb a pH és a DO, ugyanakkor magas bakterioklorofill a-val és tápanyagtartalommal (TP, SRP) volt jellemezhető (6.2. táblázat). Ez utóbbi azzal a megfigyeléssel magyarázható, hogy kísérleti körülmények között a közönséges rence (Utricularia vulgaris) bomlása során, 30 nap alatt a teljes foszfortartalma felszabadulhat, de az alacsony hőmérséklet (8°C) ellenére is a rence foszfáttartalmának 25%-a a vízbe kerülhet. Emellett foszfortartalmának 60-80%-a SRP (Kovács és Istvánovics, 1994), amelyet a vízi mikroorganizmusok könnyen hasznosíthatnak (Sigee, 2004). A Kolon-tó belső tavait uraló növényfajai közül a rencének a legmagasabb a relatív foszfortartalma (ld. Irodalmi áttekintés: 3.2. táblázat). A KB-B minta alacsony oxigéntartalmát magyarázhatjuk az alacsony fényintenzitással, mivel gyakorlatilag hiányzik a fitoplankton, ezért oxigén termelés sincs, továbbá az oxigén a nagy mennyiségű makrofiton eredetű oldott szerves anyag lebontásákor történő mikrobiális légzés során elhasználódhat (Vörös, 1994). Másik magyarázat, az Utricularia levelein található, állatok csapdázására szolgáló csappantyús tömlőivel hozható összefüggésbe, amelyek képesek az O2 gyors elfogyasztására, és ezért anoxiát okozhatnak (Adamec, 2011). A különböző fizikai és kémiai paraméterek és az Utricularia magasabb P-tartalma megmagyarázhatja, hogy a legeltérőbb közösséget a rence által dominált mintavételi hely anoxikus mintájában találtuk (KB-B), ahol nagy számban képviseltették magukat a Chlorobium genus, a tenyésztett képviselővel nem rendelkező Chlorobiaceae, a Desulforomonadales, a Parcubacteria (OD1) és a Bacteriodetes taxonok tagjai. A szulfát- redukáló Desulforomonadales (Brenner és mtsai, 2006), a b-Chl-tartalmú, zöld kénbaktérium Chlorobiaceae és Chlorobium anoxikus körülmények között növekednek (Rosenberg, 2013). A Parcubacteria és a Bacteroidetes phylum baktériumai többnyire anaerob anyagcserével rendelkeznek, az előbbi csoportra többnyire redukált genom és/vagy szimbiotikus életmód jellemző (Nelson és Stegen, 2015), míg az utóbbi csoport fehérjéket és egyszerűbb szubsztrátokat képes hasznosítani anyagcseréjéhez (Krieg, 2015).

A metanotróf szervezetek, amely egyik speciális alcsoportja a metilotrófoknak (pl. a Crenothrix, a Methylocaldum és a Methylobacter nemzetségek tagjai), szinte minden minta esetében a bakterioplankton közösség mintegy 10%-át tették ki (6.3. táblázat). Ezek a szervezetek gyakorlatilag teljesen hiányoztak az anoxikus rencés mintából. Ennek a megfigyelésnek az egyik lehetséges magyarázata, hogy a jelenlévő bomló makrofiton eredetű huminanyagok terminális elektron akceptorként vehetnek részt az anaerob mikrobiális légzés folyamatában, amely gátolja a metanotrófok anyagcseréjéhez szükséges metán képződését (Klüpfel és mtsai, 2014).

6.16. ábra. A makrofiton mintasorból származó vízmintákból 16S rRNS gén alapú NGS-sel feltárt bakteriális közösségek fajszám becslő (A, B) és diverzitás indexei (C, D).

A fajgazdagság becslő módszerek (Chao1 és ACE) alapján a legmagasabb értékeket az KL-M mintában (tündérrózsás, vízoszlop közepe) és a legalacsonyabbat a KB- M mintában (rencés, vízoszlop közepe) kaptuk. A diverzitás becslő módszerek (Inv. Simpson’s, Shannon-Wiener) alapján a Kolon-tó kotrásából (KO-S és KO-M) származó

85 mintái mutatkoztak legsokfélébbnek. A legalacsonyabb diverzitási értékeket a rencés anoxikus (KB-B) mintájában mértük (6.16. ábra). Jó néhány nemzetség relatív abundanciája 6% alatt volt a mintákban, amely nagy bakteriális sokféleségre utal. A huminos tavakban is a különböző szénforrások jelenléte befolyásolja a mikrobiológiai közösség szerkezetét és a biológiai sokféleséget (Sigee, 2004). A legalacsonyabb bakteriális fajszámmal rendelkező KB-B mintában volt az SRP legnagyobb mennyiségben, amely csökkentheti a bakteriális sokféleséget (Margalef, 1958), továbbá számos baktérium az oxigénhiányos környezetre érzékeny lehet. Viszont, a változékony környezeti feltételek és az alacsonyabb tápanyagtartalom nagy mértékű diverzitást eredményezhetnek a nyílt vízben (Wu és mtsai, 2007). A sekély tavak nyíltvízi területein a szél indukálta turbulens áramlás és üledék újra-felkeveredés intenzívebb, mint a makrofitonnal borított helyeken (Jeppesen és mtsai, 2012), mivel a magasabb rendű vízinövények csökkentik a szél általi folyamatokat. A vízoszlopban lévő üledék részecskék gyakran nagy térbeli és kémiai heterogenitást idéznek elő a nyíltvízi területen (Simon és mtsai, 2002), amelyek további ökológiai niché-ket hoznak létre a bakterioplankton számára (Wu és mtsai, 2007), és ez eredményezheti a megfigyelt nagymértékű fajgazdagságot és sokféleséget. Következésképpen a makrofiton jelenléte csökkentheti a planktonikus bakteriális diverzitást.

6.2.4. Összehasonlító adatanalízis

A különböző minták bakterioplankton és fitoplankton közösségei közötti hasonlóságot klaszteranalízissel (CA) vizsgáltuk meg (6.17. ábra). A CA egyértelmű horizontális eltolódásokat mutatott a tó bakteriális és alga közösségének összetételében, mivel az azonos típusú makrofiton állományból vett minták együtt csoportosultak (45%-os hasonlóság esetén). Kisebb eltéréseket is megfigyeltünk a vízmélység mentén (6.17.A. ábra). Az alga közösségek összetételét is a makrofiton határozhatta meg (6.17.B. ábra). Az anoxikus rencés minta (KB-B) mind a bakterio-, mind a fitoplankton esetében jelentősen különbözött a többitől mintától. A főkomponens analízis (PCA) (6.18. ábra) megerősítette a CA eredményeit. A PCA a bakteriális és alga közösségekre szignifikánsan illeszkedő környezeti változókat ábrázolja.

6.17. ábra. A makrofiton mintasor bakterioplankton (A) és a fitoplankton (B) közösségek összehasonlítása Bray-Curtis hasonlósági értékeken alapuló UPGMA klaszteranalízissel (CA) NGS és mikroszkópos biomassza adatok alapján. Az bakterioplankton 16S rDNS elemzésekor az OTU határt a faji szintű egyezésnek megfelelően 97%-os szekvencia hasonlósági küszöb értéken állapítottuk meg. A bootstrap értékek az elágazásokon jelennek meg.

A bakterioplanktonnal készült elemzés eredményeként kapott biplot (6.18.A. ábra) az első két komponens figyelembevételével készült, melyek a teljes variancia 75,3%-át magyarázzák. Az első főkomponens mentén a KB-B minta láthatóan elkülönült a többi mintától. Ezen szétválás fő oka az anaerob jellege, amely eltérő DAPI, DOC, CDOM, DO és SRP értékekkel jár. A második főkomponens mentén a bakteriális közösségek a mintavételi helyek típusa szerint különülnek el. A fitoplanktonnal készült elemzés eredményeként kapott biplot (6.18.B. ábra) az első két komponens figyelembevételével készült, melyek a teljes variancia 96%-át magyarázzák. A 6.18.B. ábra azt mutatja, hogy a három domináns fitoplankton csoport biomasszája összefüggésben van a környezeti változók eloszlásával. Az első főkomponens mentén a nádasból (KR-S) származó minta, míg a második főkomponens mentén a rencés KB-B minta a legelkülönülőbb. A bakteriális közösségek és a vízinövények közötti kapcsolatot korábban már tanulmányozták, bár csak néhány részletes kutatás lelhető fel a szakirodalomban, amelyeket többnyire alacsony felbontású módszerekkel végezték, vagy mikrokozmosz kísérleteken alapultak, és a doktori kutatásban szereplő vízinövényektől eltérő fajokra koncentráltak.

6.18. ábra. A makrofiton mintasor (A) baktérium és (B) alga közösségeinek PCA ordinációja az NGS és mikroszkópos adatok alapján. Csak azok a közösségi tagok lettek feltűntetve a biplot ábrán, amelyek legalább 2%-kal vagy 10%-kal (baktériumok ill. algák esetében) járult hozzá a minták szétválásához a SIMPER- analízis alapján. Ezeket fekete nyilakkal jelöltük. A biplot-ra illeszkedő környezeti változókat piros nyilakkal ábrázoltuk, a csillagok az illeszkedés szignifikanciáját jelzik ('***' p <0,001; '**' p <0,01; '*' p <0,05; ',' p <0,1).

Huss és Wehr (2004) mikro- és mezokozmosz kísérleteket végeztek el, amely során a Vallisneria americana (csavartlevelű valiznéria) lehetséges hatásait tanulmányozták a bakteriális növekedésre és a vízkémiai tényezőkre a mezotróf Calder-tó (USA) területén. Megállapították, hogy az alámerült (szubmerz) makrofiton erős, közvetett hatást fejt ki a

88 bakteriális közösségre a víz tápanyagtartalmának megváltoztatása és/vagy az algaközösségek gátlása révén. Egy másik kísérletben a makrofitonban gazdag, eutróf, sekély Taihu-tavat (Kína) vizsgálták, ahol a tó különböző részei eltérő makrofiton borítottsággal jellemezhetőek. A kutatás során megfigyelték, hogy a vízinövények jelenléte vagy hiánya befolyásolhatja a teljes bakteriális közösséget (Wu és mtsai, 2007; Zeng és mtsai, 2012), azon belül a bakterioplankton és az epifiton denitrifikáló szervezeteit is (Fan és mtsai, 2016). Zhao és mtsai (2013) szintén a Taihu-tó esetében publikálták, hogy a makrofiton (Ceratophyllum demersum, Potamogeton crispus és Vallisneria natans) módosíthatja az üledék bakteriális közösségének összetételét is. Hempel és mtsai (2009) két különböző élőhely (a közép-európai, édesvízi Constance-tó és a Balti-tenger sós Schaproder Boddenja) két közös makrofitonjára (a makroalga Chara aspera és a zárvatermő Myriophyllum spicatum) jellemző epifitikus baktérium közösség összetételét hasonlította össze. Eredményeik azt mutatták, hogy a vízinövény (amely ebben az esetben a bakteriális biofilm szubsztrátja) és az élőhely együttes hatással volt a baktérium közösség összetételére, amelyet továbbá a növény polifenol tartalma is befolyásolhat.

6.3. Természetes vizes élőhelyek planktonikus Rhizobiales taxonjainak elemzése

A CDOM gradiens mintasor és a makrofiton mintasor vizsgálataival párhuzamosan a laboratóriumban a doktori disszertáció során tárgyalt tavak nagy részéből tenyésztés alapú kísérletek is zajlottak (Felföldi és mtsai, 2015; Szuróczki és mtsai, 2017; Csitári és mtsai, 2018), ill. zajlanak folyamatosan, amelyek során új baktériumfajok leírásával foglalkoztunk. Felföldi és mtsai (2016) a Szent Anna-tóból a tudomány számára két új Rhizobiales (Alphaproteobacteria osztály) törzset izolált korábban, amelyet a disszertáció keretében írtunk le. A Rhizobiales rend számos jól ismert nemzetséget tartalmaz, amelyek patogének az emberek és állatok számára (pl. Bartonella, Brucella) vagy képesek szimbiózisba lépni növényekkel (pl. Rhizobium), ill. lehetnek talajlakók (pl. Nitrobacter) és szennyvíztisztító bioreaktorokban is előfordulhatnak (pl. Chelatococcus), azonban a Rhizobiales egyes taxonjai fontos szerepet tölthetnek be az édesvízi környezetek vagy tengerek bakterioplanktonjában (Liu és mtsai, 2015a; Sheu és mtsai, 2015; Tóth és mtsai,

2017), továbbá a makrofitonnal borított tavakban és a makrofiton felületén élő epifiton közösségeiben is (He és mtsai, 2014). Az NGS eredmények rámutattak arra, hogy a doktori disszertációban vizsgált vízminták némelyikében a Rhizobiales rendbe tartozó baktériumok jelentősen hozzájárultak a planktonikus közösség összetételéhez, ezért az újonnan leírt fajokat és a vízmintákban talált taxonokat összehasonlítottuk. A makrofiton mintasorban átlagosan a bakterioplankton 3,68%-át, a CDOM gradiens mintasorban 1,77%-át Rhizobiales képviselte. A makrofiton mintasor esetében a Rhizobiales taxonok a KR-S mintában a bakterioplankton 20,5%-át alkották, továbbá a nyílt vízben is számottevő arányban fordultak elő (KO-M: 3,24%, KO-S: 3,98%), azonban a KB-B mintában egyetlen Rhizobialeshez tartozó OTU reprezentánst sem mutattunk ki. A CDOM gradiens mintasor esetében mindegyik mintából kimutathatóak voltak ilyen OTU reprezentánsok, a legnagyobb részesedéssel a KO-C mintában fordultak elő (7,46%), legkisebb mennyiségben a ZS-C mintában voltak jelen (0,08%).

6.3.1. Tenyésztésbe vont, új Rhizobiales fajok polifázikus taxonómiai elemzése

A doktori disszertáció során két új Rhizobiales rendbe tartozó planktonikus baktériumtörzs polifázikus jellemzését végeztük el. Az egyik törzs a Rhizobium nemzetség tagja.

6.3.1.1. DNS szekvenciaanalízis eredményei

A Siculibacillus lacustris SA-279T 16S rRNS gén szekvenálása 1403 nukleotidot eredményezett. A legközelebbi rokon bakteriális taxonok az Ancalomicrobiaceae családba tartoznak: Pinisolibacter ravus E9T 96,4%-os és az Ancalomicrobium adetum NBRC 102456T 94,2%-os hasonlóságot mutatott. A további rokon törzsek, a Prosthecomicrobium hirschii 16T (besorolatlan) 93,5%-os, a Methylocystaceae családba besorolt Chthonobacter albigriseus ED7T 92,8%-os, a Pleomorphomonas oryzae DSM 16300T és a Oharaeibacter diazotrophicus SM30T 92,7%-os, továbbá érvényes névvel rendelkező családba nem

90 besorolt Phreatobacter oligotrophus PI_21T (= DSM 25521T) 92,6%-os hasonlóságot mutattak. A Rhizobium aquaticum SA-276T 16S rRNS gén szekvenálása 1408 nukleotidot eredményezett. A Rhizobiaceae családba tartozó Rhizobium tubonense CCBAU 85046T (= DSM 25379T), Rhizobium leguminosarum USDA 2370T (= LMG 14904T), Rhizobium anhuiense CCBAU 23252T és Rhizobium laguerreae FB206T mutatta a legmagasabb, 97,65%-os hasonlóságot a 16S rRNS gén alapján. A fent leírt hasonlósági értékek az SA-279T legközelebbi rokonainak esetében kissé a Tindall és mtsai (2010) által a nemzetség szintű küszöbértékre javasolt érték (95%) felett vannak. A 16S rRNS alapú filogenetikai elemzések az új törzs Ancalomicrobiaceae családba való besorolását támogatják magas bootstrap értékekkel (99-100), azonban közepes bootstrap értékek (78-88) szerint az SA-279T a Pinisolibactertől eltérő, új nemzetséget képvisel. Az SA-276T törzs esetében ezek az értékek jóval magasabbak, azonban Kim és társai (2014) szerint a bakteriális genomok páronkénti összehasonlításán alapulva a fajszint-küszöböt a 98,65%-os 16S rRNS génszekvencia hasonlóságára kell növelni, mivel egyes megfigyelések alapján (Hunter és mtsai, 2007), vannak olyan törzsek, amelyek 16S rRNS génszekvenciájuk alapján kevesebb mint 1%-os szekvencia eltérést mutatnak, de különböző Rhizobium fajokat képviselhetnek. E szerint nem lehet csak a 16S rRNS génszekvencia páronkénti hasonlóságára alapozni a faj ill. nemzetség szintű rendszertani besorolást.

6.3.1.2. Morfológiai és fiziológiai jellemzők

A két törzs (SA-276T, SA-279T) Gram-negatív, mezofil, mozgásképes sejtekből áll, jellemzően heterotróf anyagcseréjűek (Függelék 2. táblázat). Az SA-279T aerob, míg az SA-276T fakultatív anaerob tulajdonsággal rendelkezik. Az SA-279T törzs sejtjei rozetták létrehozására képesek. Az SA-276T törzset az enzimaktivitás és a szubsztrát-hasznosítás tesztek alapján megkülönböztethetjük a Rhizobium tubonense DSM 25379T legközelebbi T rokon típustörzstől, amely különböző szubsztrát-specifikusságú (az SA-276 hasznosítani képes a következő szénhidrátokat: D/L-arabinóz, D-fruktóz, D-galaktóz, D-glükóz, glicerol, D-lixóz, almasav, D-maltóz, D-mannit, D-mannóz, L-ramnóz, D-ribóz, szacharóz, trehalóz, turanóz, D/L-xilóz), pozitív tripszin enzimaktivitású (Függelék 2. táblázat) és

T érzékeny a penicillinre. Az SA-279 legközelebbi rokonaitól eltérő karaktereit (pl. mozgásképesség, eszkulin hidrolízis és tripszin enzimaktivitás, képes malátot használni egyedüli szénforrásként) szintén fel lehet használni új nemzetség szintű rendszertani kategória megkülönböztetésére (Függelék 2. táblázat).

6.3.1.3. Kemotaxonómiai jellemzők

Az új törzsek fő légzési, izoprenoid kinonjai a Q-10 és a Q-9 kinonok voltak, amelyek az SA-276T 47:29, míg az SA-279T törzsnél 94:4 arányban fordultak elő. Az új T T törzsek zsírsav mintázatát a C18:1ω7c zsírsav (SA-276 : 41,0%, SA-279 : 69,0%) T dominálta. Az SA-276 zsírsav mintázatára a ciklo C19:0ω8c (29,2%), kisebb mennyiségben a C14:0 3-OH (7,8%), a C16:0 (7,5%) és egyéb kisebb komponensek (<5%) T voltak jellemzőek, míg az SA-279 esetében a C16:1ω7c (22,7%), és a C16:0 (6,4%) is jelentős mennyiségben volt jelen. Ezen adatokat összehasonlítva a rokon törzsek adataival megállapítható, hogy a fenti eredmények egyeznek a Rhizobiales tagjainak jellegzetes kemotaxonómiai tulajdonságával, hiszen a C18:1ω7c, a ciklo C19:0ω8c és a C16:0 zsírsavak, továbbá a Q-10 kinon dominanciáját számos Rhizobium, Pararhizobium és Shinella fajban kimutatták (Lee és mtsai, 2010; Zhang és mtsai, 2011 és 2015; Behrendt és mtsai, 2016; Puławska és mtsai, 2016). Ez megerősítette, hogy az SA-276T és az SA-279T törzsek a Rhizobiales rendhez tartoznak (Függelék 3. táblázat). A két új törzs poláris lipid mintázatára jellemző volt a foszfatidil-monometil- etanol-amin (PME), a foszfatidil-glicerol (PG), a foszfatidil-kolin (PC) dominanciája. Az SA-279T törzs poláris lipid profiljában a foszfatidil-etanol-amin (PE) is meghatározó szerepet töltött be, továbbá egy ismeretlen aminofoszfolipidet (APL) és ismeretlen lipidet (L) is detektáltunk. A difoszfatidilglicerol (DPG) hiánya az SA-279T-t a legközelebbi rokon nemzetségektől (Pinisolibacter és Ancalomicrobium) is megkülönbözteti. Az SA- 276T esetében a poláris lipid profil összetevői között kisebb mennyiségben észleltük a foszfatidil-etanol-amint (PE), egy ismeretlen aminofoszfolipidet (APL1), és feltételezhetően DPG-t. Bár a Rhizobium fajok poláris lipid adatait korábban nem publikálták minden faj esetében (Young és mtsai, 2001; Brenner és Krieg, 2006; Alves és mtsai, 2014), beleértve a legfrissebb kutatásokat is (Saïdi és mtsai, 2014; Behrendt és mtsai, 2016), a különböző Rhizobium és Shinella fajokra a PG, a PC és/vagy a PMME

92 poláris lipidek jellemzőek (Liu és mtsai, 2015b; Román-Ponce és mtsai, 2016; Sheu és mtsai, 2016; Subhash és Lee, 2016). Az SA-276T genomi DNS G+C tartalma 60,8 mol% volt, amely a Rhizobium/Agrobacter klaszter tartományába esik (Alves és mtsai, 2014), míg az SA-279T törzs genomi DNS G+C tartalma 69,2 mol% volt.

6.3.1.4. A tenyésztésbe vont Rhizobiales taxonok leírása

6.3.1.4.1. A Siculibacillus gen. nov.

Az új nemzetségnek a Siculibacillus (Si.cu.li.ba.cil´lus, M.L. masc. pl. n. Siculi; L. masc. n. bacillus; N.L. masc. n. Siculibacillus: „Székely bacilus”) nevet adtuk utalva a baktérium izolálási helyén, Erdélyben élő székely emberekre (Terra Siculorum) és a pálca alakjára. A sejtek Gram-negatívak, mozgás- és rozetták létrehozására képesek. Aerob, mezofil, oxidáz és kataláz pozitív tulajdonságúak. A fő légzési kinon a Q-10. A fő zsírsav a

C18:1ω7c és a C16:1ω7c. A PE, PME, PC, PG, APL és L poláris lipidek jellemzőek [Felföldi és mtsai (2019) alapján].

6.3.1.4.2. A Siculibacillus lacustris sp. nov.

Az Siculibacillus nemzetség típusfaja a Siculibacillus lacustris (la.cus´tris. N.L. masc. adj. lacustris) nevet kapta, amely a baktérium tavi származására utal. A sejtek pálca alakúak (0,6-0,8 × 1,3-2,5 μm) és mozgásképesek. A módosított R2A táptalajon lévő telepek szürkés-fehér színűek, kör alakúak és 1-2 mm átmérőjűek. A sejtek 15-37° C-on (optimális hőmérséklet: 20-28° C) és pH 5,0-7,5 kémhatáson (optimális pH: 5,0-6,0) képesek növekedni. Képesek savas foszfatáz (gyenge), alkalikus foszfatáz, észteráz (C4), észteráz-lipáz (C8), naftol-AS-BI-foszforhidroláz és ureáz enzimeket termelni, továbbá a D-arabinóz, az L-arabinóz, a citrát, a D-fruktóz, az L-fukóz, a glükonát (gyenge), a D-glükóz, a D-lixóz, a D-mannit (gyenge), a D-mannóz, a malát, a D-malóz (gyenge), az L-ramnóz, a D-ribóz (gyenge) és a D-xilóz asszimilációjára. Nem mutattak α- kimotripszin, cisztin-arilamidáz, α-fukozidáz, α-galaktozidáz, β-galaktozidáz, zselatináz, α- glükozidáz, β-glükozidáz, β-glükuronidáz, leucin-arilamidáz, lipáz (C14), α-mannozidáz,

N-acetil-β-glükózaminidáz és tripszin enzimaktivitást; nem képesek adipát, D-adonitol, eszkulin, amigdalin, D-arabitol, L-arabitol, L-arginin, arbutin, kaprinsav, D-cellobióz, dulcitol, eritrit, D-fukóz, D-galaktóz, gentiobióz, glicerol, glikogén, inozit, inulin, 2- ketoglükonát, 5-ketoglükonát, D-laktóz, D-melezitóz, D-melibióz, metil-a-D- glükopiranozid, metil-a-D-mannopiranozid, metil-β-D-xilopiranozid, N-acetil-glükózamin, fenil-ecetsav, D-raffinóz, szalicin, D-szorbit, L-szorbóz, keményítő, szacharóz, D-tagatóz, D-trehalóz, D-turanóz, xilit és L-xilóz asszimilációra. A genomiális DNS G+C tartalma 69,2 mol%. A típustörzs az SA-279T (= DSM 29840T = JCM 31761T) [Felföldi és mtsai (2019) alapján].

6.3.1.4.3. A Rhizobium aquaticum sp. nov.

Az új törzs a Rhizobium aquaticum (a.qua´ti.cum. L. neut. adj. aquaticum) nevet kapta, utalva a baktérium vízi életformájára és izolálási helyszínére. A sejtek pálca alakúak (0,5-0,7 × 1,6-1,9 μm) és mozgásképesek. A YMA agar táptalajon lévő telepek bézs színűek, kör alakúak és domborúak. Növekedést mutatnak 1-2 napos inkubálás után 10-45 °C-on (optimális, 20-30 °C), pH 6-10-en (optimális, pH 7-9) és 0-2% (w/v) NaCl-koncentráció jelenlétében. Nitrátot anaerob körülmények között képesek hasznosítani. Pozitívak a savas foszfatáz, az eszkulin hidrolízis, az alkalikus foszfatáz, a kataláz (gyenge), az észteráz (C4), az észteráz lipáz (C8), a β-galaktozidáz, az α- glükozidáz, a β-glükozidáz, a leucin arilamidáz, az N-acetil-β-glükozaminidáz, a naftol- AS-BI-foszforhidroláz, a nitrátredukció, a tripszin és az ureáz enzimaktivitásra. Negatívak az alábbi enzimaktivitásokra: arginin-dihidroláz, kazeináz, α-kimotripszin, cisztin- arilamidáz, α-fukozidáz, α-galaktozidáz, zselatin hidrolízis, glükóz fermentáció, β- glükuronidáz, indoltermelés, lipáz (C14), α-mannozidáz, oxidáz és valin-arilamidáz. A légzési kinonok a Q-10 és a Q-9. A fő zsírsavak a C18: 1ω7c (41,0%) és a ciklo-C19: 0ω8c (29,2%). A poláris lipidek közül a legfőbb a PME, a PG és a PC. A sejtfal mezo-2,6- diaminopimelinsavat tartalmaz. A genomiális DNS G+C tartalma 60,8 mol%. A típustörzs az SA-276T (= DSM 29780T = JCM 31760T) [Máthé és mtsai (2018) alapján].

6.3.2. Az új Rhizobiales törzsek és OTU reprezentánsok összehasonlító filogenetikai elemzése

Az NGS szekvenálások adataiból származó Rhizobiales rendhez tartozó OTU-k szinte minden vízmintában előfordultak (6.19. ábra). A CDOM gradiens mintasor esetében a legtöbbféle OTU az MT-C (12 db) és az SÉ-C (8 db), továbbá a KL-C és KO-C (7-7 db) mintájából mutattuk ki. A makrofiton mintasornál mintánként átlagosan ötféle OTU fordult elő, kivéve a KB-B mintában, ott azonban egyetlen Rhizobiales taxont sem mutattunk ki. Az SA-276T törzshöz tartozó legközelebbi, azonban távoli rokonokat, Rhizobiaceae családba tartozó rokonokat kizárólag a makrofiton mintasorból mutattuk ki: két OTU volt jelen, kis számban. Az Otu0163 a Kolon-tó tündérrózsás belső tó egész vízoszlopában volt jelen (KL-S/M/B), továbbá a rencés és nádas felszíni részein (KB-S, KR-S). Az Otu0852 csak a KL-B mintából volt kimutatható. Az SA-279T törzshöz tartozó legközelebbi, azonban távoli rokonok, Beijerinckiaceae családba tartozó baktériumok csak a CDOM gradiens mintasor OTU-i közül kerültek ki. Itt egy OTU volt jelen, kis mennyiségben (Otu00285), azonban ezek az új törzs izolálási helyének mintájából (SA-C) származott. A törzsfa alapján mindkét mintasor esetében összesen 12 érvényes névvel rendelkező, Rhizobiales családból mutattunk ki képviselőket. Azonban sok taxon esetében a típusfajokat nem sorolták még be érvényes névvel rendelkező családba. A mintasorokból származó legtöbb szekvencia Methylocystaceae (531 db) és a Beijerinckiaceae (497 db) család tagjaival volt rokon. Azonban a legtöbb fajta OTU a Beijerinckiaceae (8 db) és a Hyphomicrobiaceae (7 db) családból került ki. A törzsfa alapján a vizsgált tavak bakterioplanktonjában több olyan Rhizobiales taxon van jelen, amely eddig még le nem írt, valószínűsíthetően új családba illetve nemzetségbe sorolhatók be. A Rhizobiaceae család aerob, pálcika alakú baktériumok fenotípusosan heterogén csoportja, amely az elmúlt években jelentős taxonómiai revízión esett át (Mousavi és mtsai, 2014), mivel a 16S rRNS génszekvencia alapján a család nyilvánvalóan polifiletikus. A család jelenleg több mint 100 fajt tartalmaz, amelyek érvényes névvel rendelkeznek (Parte, 2014). A Hyphomicrobiaceae család morfológiailag és élettanilag is nagyon változatos. Számos tagja prosztékával rendelkezik, ezen kívül sok faj bimbózással osztódik. Jó néhány taxon oligokarbofil, amely azt jelenti, hogy csak a számukra megfelelő szénforrások alacsony koncentrációjának jelenlétében szaporodnak, tápanyaggazdag környezetben nem képesek növekedni. A legtöbb képviselőjére aerob kemoheterotrófia jellemző (Oren és Xu, 2014).

6.19. ábra. A mintasorok Rhizobiales OTU-inak filogenetikai elemzésére 16S rRNS gén alapján készült dendrogram, Maximum likelihood módszerrel, Kimura 2-parameter model segítségével 445 nukleotid alapján. A CDOM gradiens mintasorból származó Rhizobiales OTU-k sárgával, a makrofiton mintasorból származó OTU-k zölddel vannak színezve. Az egyes OTU-khoz tartozó szekvencia számok az OTU kód után találhatóak. A filogenetikai fán csak azoknak a Rhizobiales családok vannak feltűntetve, amelyek érvényes névvel rendelkeznek. Külső csoportként a Caulobacter vibroides CB51T (AJ009957) baktériumtörzset használtuk.

Ezzel szemben az Ancalomicrobiaceae tagjai fakultatív anaerobok, nem mozgásképesek (kivéve a Siculibacillus), spórával nem rendelkeznek (Dahal és mtsai, 2018). A Methylocystaceae család legtöbb tagja, a Pleomorphomonas és a Terasakiella nemzetségek kivételével, II. típusú metanotrófok, amelyek C1 szénvegyületek (pl. metán, metanol) asszimilációjára képesek (Webb és mtsai, 2014). A Methylobacteriaceae család tagjainak többsége fakultatív metilotróf, amelyek képesek energia- és szénforrásként metanolt és más egy szénatomos vegyületeket hasznosítani. Ezek a baktériumok gyakoriak lehetnek a természetes környezetekben (talajban és vízben szabadon élve), de előfordulhatnak növényi hajtásokon, gyökérszövetekben is. Az ide tartozó taxonok között fellelhetőek opportunista humán patogének, továbbá egyes fajok fontosak lehetnek a szennyezőanyagok lebontásában is (Garrity és mtsai, 2005). A Beijerinckiaceae család aerob, nem spóraképző, mezofil, pszichrotoleráns baktériumokat tartalmaz, amelyekre változatos életmód jellemző, előfordulnak köztük metano- és metilotrófok, kemoheterotróf szervezetek is, továbbá a család tagjai az acidofil baktériumokhoz hasonlóan képesek lehetnek nitrogén fixációra (Dedysh és mtsai, 2016). A Xanthobacteraceae család tagjai pálca alakú, általában mozgásképes, aerob, kemoorganotróf baktériumok. Néhány tagja képes nitrogén fixációra (Lee és mtsai, 2005). A Nitrobacteraceae család tagjai obligát kemolitotróf baktériumok, amelyek képesek ammóniát nitritté vagy nitritet nitráttá alakítani, általában édesvizekben és talajban fordulnak elő (Watson és mtsai, 1989). Az Alsobacteraceae és a Salinarimonadaceae Rhizobiales családokat az elmúlt egy évben írták le. Az Alsobacteraceae család tagjai aerob, kemoorganotróf talajlakó baktériumok (Sun és mtsai, 2018), míg a Salinarimonadaceae család tagjai aerob vagy fakultatívan anaerob anyagcserével rendelkeznek, a sejtek pálca alakúak, amelyek elágazhatnak és mozgásra képesek (Cole és mtsai, 2018). A Phyllobacteraceae család tagjai aerobok, általában magasabb rendű növények rizoszférájában fordulnak elő. A sejtek pálca, ovoid alakúak vagy reniformok, mozgásuk flagellával történik (Mergaert és Swings, 2015). A Brucellaceae család tagjai aerob kemoorganotróf, légző anyagcserével rendelkeznek, közöttük számos patogén és talajlakó mikroorganizmus megtalálható (Garrity és mtsai, 2015). A mintákban jelenlevő Rhizobiales családok alapján elmondható, hogy változatos anyagcserével rendelkeznek, és annak ellenére, hogy sokféle élőhelyen előfordulhatnak, fontos szerepet tölthetnek be az édesvizek bakterioplanktonjában.

7. Következtetések

A vizsgált minták egy részének a CDOM tartalma nagyobb volt mint 100 mg l-1, amely alapján erősen színes tavaknak számítanak (Hessen és Tranvik, 1998), míg egy része jóval e határ alatt volt. A Szent Anna-tavi, a Fertő és a Kolon-tavi nyíltvízi rész kevesebb, mint 100 mg l-1 CDOM tartalommal volt jellemezhető, amely rámutatott arra, hogy akár az egyes tavak különböző részéről származó minták is eltérőek lehetnek. A vízminták módosított OECD besorolása alapján, amely a TN, a TP, a Chl, a TOC tartalmukat és a Secchi mélységüket vette figyelembe (Grochowska és mtsai, 2016), a trofitási szintjükben is különbözőek voltak (oligotróftól hipertrófig). A két mintasor a Kolon-tavi minták révén összehasonlítható volt. Ezekre a mintákra nyáron nagyobb DO, TP és fitoplankton biomassza, viszont jóval alacsonyabb CDOM tartalom volt jellemző. Mindkét mintasor esetében a fitoplankton eredmények megerősítették, hogy a nyílt víz sok tekintetben elkülönül a jelentős makrofiton állománnyal rendelkező tórésztől. Extrém környezeti tényezők meglétekor a fitoplankton közösséget egyetlen algafaj uralma jellemezte, mint az anoxikus Kolon-tavi rencés minta chrysoflagelláta, továbbá a Sós-ér minta Anabaena spiroides egyeduralma esetében. A fitoplankton tagjai főleg az adott vízre jellemző élőhelytípus csoportjába tartoztak (Reynolds és mtsai, 2002), azonban a Reynolds-féle besorolásukat fenntartásokkal kell kezelni (Padisák és mtsai, 2008), hiszen az adott csoport előfordulását több tényező és a szervezetek egymásra hatása is befolyásolhatja (Maileht és mtsai, 2012). A bakteriális produkció rátája és a TN, a TP, az SRP, a TOC, a DOC, a CDOM és a Chl értékek között pozitív, szignifikáns összefüggéseket tártunk fel. Ezzel kiegészítettük azokat a korábbi megfigyeléseket, miszerint a bakteriális produkciót befolyásolhatja a fitoplankton biomassza (Erikson és mtsai, 1998; Eronen-Rasimus és mtsai, 2017), a tápanyagok (foszfor, nitrogén formák) és a sókoncentráció is (Soares és mtsai, 2017; Maresca és mtsai, 2018). Ezzel szemben, a bakteriális szénforrás hasznosítás vizsgálatának segítségével kapott szubsztrát hasznosításra utaló átlagos színkifejeződés mértéke és a hasznosított szénforrások száma, továbbá a tavak CDOM tartalma között nem találtunk szoros összefüggéseket. A vizsgált tavak bakteriális közösségei nagyjából egyenlő mértékben hasznosították az ötféle szénforrás típust, kivéve a Fertő nyíltvízi mintában lévő baktériumok, ahol a polimerek hasznosítása volt kiemelkedő. A nyári időszak alatt a hosszabb nappali világítás a huminanyag degradációja révén szerves savakban gazdag

DOC-ot eredményez (Bertilsson és Stefan, 1998). Valószínűleg emiatt voltak gyakoriak a mintákban a kis szerves molekulákat hasznosító heterotróf baktériumok. A szénforrás hasznosítási profil azonban egy in vitro technika, amely a környezet potenciális anyagcsere tulajdonságait tárja fel. A természetes környezetben bizonyos szénforrások hiányozhatnak, ill. olyanok is előfordulhatnak, amelyek az EcoPlate™-ben nincsenek. Emiatt a környezetben ténylegesen végbemenő anyagcsere folyamatok és a potenciális tulajdonságok csak részben fednek át (Comte és del Giorgio, 2009). A bakteriális közösségek összetétele a CDOM gradiens mintasor esetében mintánként eltérő volt, mind phylum, mind genus szintjén, azonban a makrofiton mintasornál az azonos makrofiton állományú minták bakterioplanktonja hasonló kompozíciójú volt. A mintákban gyakoriak voltak a Proteobacteria, az Actinobacteria és a Bacteroidetes phylum tagjai. A CDOM gradiens mintasor bakterioplanktonjának alakulásában csak két Proteobacteria osztály vett részt (alpha és gamma), azonban a makrofiton mintasor esetében négy osztály volt megtalálható (alpha, beta, gamma, delta), előfordulásukban eltérést mutatva a mintavételi helyek szerint. A néhány mintára jellemző volt a tipikus tengeri, ámde édesvizekben is előforduló Actinobacteria taxonok jelenléte, mint a hgcI klád (Tang és mtsai, 2015) és a CL500-29 (Liu és mtsai, 2015a). Megfigyelhető volt az adott kémhatású környezetre jellemző taxonok jelenléte. A savas tőzegmohalápban az acidofil Acetobacteraceae és az Acidimicrobiia taxonok, ill. a szikesekben az alkalofil baktériumok voltak leginkább jellemzőek (pl. Nitriliruptoraceae, Roseinatrobacter). A Kolon-tóból különféle metanotróf/metilotróf szervezeteket mutattunk ki nagy arányban (pl. Methyloparacoccus, Crenothrix, Methylobacter, Methylocaldum). A mintákban több olyan baktériumtaxon jelen volt, amelyek képesek bomló növényi anyagokat vagy CDOM-ot felhasználni anyagcsere folyamataikhoz (pl. Mucilaginibacter (Pankratov és mtsai, 2007); Phycisphaeraceae (Ntougias és mtsai, 2016)). A Kolon-tóban előforduló Polynucleobacter genus tagjai képesek a CDOM fotodegradációs termékeit hasznosítani huminanyagban gazdag élőhelyeken (Jezberová és mtsai, 2010), továbbá a Flavobacteriumok bizonyos makromolekulák lebontására képesek (Krieg és mtsai, 2011). A CDOM gradiens mintasor főkomponens elemzése alapján a közösségek elválása nem magyarázható a minták CDOM tartalmával, míg a kémhatásbeli és tápanyagtartalombeli különbségekkel igen, amely alapján feltételezhető, hogy a bakterioplankton és fitoplankton összetételét a vizsgált tavak regionális jellemzői, fizikai és kémiai paraméterei együttesen befolyásolhatták, ezekhez képest a CDOM hatása

99 elhanyagolható, viszont a CDOM mennyiségének hatása a bakteriális produkcióra még a víztest fizikokémiai paraméterek markáns eltérései ellenére is meghatározó jelentőségű volt. A makrofiton mintasor klaszter és főkomponens analízise alapján a bakteriális közösségek eltérései arra utaltak, hogy a hasonló környezeti paraméterek ellenére a makrofiton határozza meg az ott élő bakteriális közösségek összetételét, vagyis a tó bakterioplanktonjában megfigyelhető horizontális eltéréseket magyarázhatjuk a makrofiton állományok különbözőségével. A vizsgált makrofitonok tápanyagtartalma is jelentősen eltért: az uralkodó vízinövények közül a rence rendelkezik a legkisebb C/N és C/P aránnyal (3.2. táblázat). Ez alapján feltételezhető, hogy a rence a baktériumoknak kedvező, gyorsabb bomlási sebességgel rendelkezik a másik két uralkodó vízinövényhez (tündérrózsa és nád) képest (Enríquez és mtsai, 1993). A makrofiton jelenléte és hiánya is fontos tényező, hiszen a makrofiton jelentős közvetlen és közvetett hatással van a lokális vízi ökoszisztémára (Huss és Wehr, 2004; Wu és mtsai, 2007; Hempel és mtsai, 2008; Zeng és mtsai, 2012, Zhao és mtsai, 2013). Az anoxikus rencés minta fitoplankton és bakterioplankton összetételében is elkülönült a többi Kolon-tavi mintától, ahol a mintavételi pontokon belül észlelt DO és fényintenzitás változás okozta vertikális különbség mutatkozott meg a legjobban. A CDOM gradiens mintasor esetében a vizsgált tavak nyíltvízi részére nagyobb fajgazdagság volt jellemző, és a makrofiton mintasor esetében a nyíltvízi rész diverzitása bizonyult nagyobbnak. Ezek magyarázhatóak a makrofiton hiányával, mivel a sekély tavak nyíltvízi részén a szél indukálta turbulens áramlás és felkeveredés intenzívebb (Jeppesen és mtsai, 2012). Az így felkeveredő üledék részecskék gyakran nagy térbeli és kémiai heterogenitást idéznek elő (Simon és mtsai, 2002). Az ilyen részekre általában magasabb fajszám ill. diverzitás jellemző a makrofiton uralta részekhez képest (Wu és mtsai, 2007). A huminos tavakban a különböző szénforrások (pl. CDOM) jelenléte növelheti (Sigee, 2004), míg a túl magas foszfor csökkentheti a bakteriális sokféleséget (Margalef, 1958), amelyet a Sós-ér alacsony diverzitás értékei jól tükröznek. A nagy ill. kis CDOM tartalommal rendelkező minták bakterioplankton és fitoplankton diverzitására valószínűleg a CDOM tartalom egyaránt negatívan hatott. A mintákban számos nemzetség kevesebb, mint 5%-os relatív abundancia értékkel járult hozzá a közösség összetételéhez, amely nagy bakteriális sokféleségre utal. A CDOM gradiens mintasor esetében 30 taxon több mint 5%-os részesedéssel vett részt a bakterioplankton közösségben, amelyből 18 taxon nem rendelkezik tenyésztett

100 képviselővel, míg a makrofiton mintasorban 18 taxon járult hozzá legalább 5%-os részesedéssel a bakterioplankton összetételéhez, amelynek a fele volt tenyésztetlen. Ebből következik, hogy a vizsgált mintákban számos fontos, ámde még tenyésztetlen baktériumtaxon fordult elő, amely anyagcseréjéről még pontos ismereteink nincsenek. A mintasor vizsgálatokkal párhuzamosan végzett polifázikus taxonómiai munkák segítségével két új Rhizobiales (Alphaproteobacteria) fajt írtunk le. A Rhizobiales rend több mint 15 családot tartalmaz, számos jól ismert nemzetsége patogén az emberek és állatok számára (pl. Bartonella, Brucella), vagy képesek szimbiózisba lépni növényekkel (pl. Rhizobium), ill. lehetnek talajlakók (pl. Nitrobacter), és szennyvíztisztító bioreaktorokban is előfordulhatnak (pl. Chelatococcus). Azonban nemrégiben világossá vált, hogy a Rhizobiales egyes taxonjai fontos szerepet tölthetnek be az édesvízi környezetek vagy tengerek bakterioplanktonjában is (Liu és mtsai, 2015b; Sheu és mtsai, 2015). Az NGS eredmények rámutattak arra, hogy a vizsgált vízminták némelyikében a Rhizobiales rendbe tartozó baktériumok jelentősen hozzájárultak a planktonikus közösség összetételéhez. A Rhizobiales OTU-k azonban szinte minden vízmintában előfordultak, amelyeket összehasonlítva az újonnan leírt fajokkal, azt az eredményt mutatták, hogy a Rhizobiaceae családba tartozó Rhizobium aquaticum a makrofiton mintasorból származó OTU-kkal, míg az Ancalomicrobiaceae családba tartozó Siculibacillus lacustris a Szent Anna-tóból kimutatott OTUk-kal mutatta a legközelebbi, ámde távoli rokonságot. A filogenetikai elemzés alapján mindkét mintasorból összesen 12 érvényes névvel rendelkező Rhizobiales családból mutattunk ki baktériumokat, de sok taxon esetében a legközelebbi típusfajok még nem tartoztak érvényes névvel rendelkező családba. A mintasorokból származó szekvenciák legnagyobb hányada a Methylocystaceae és a Beijerinckiaceae család tagjaival voltak rokonok, ellenben a legtöbb fajta OTU a Beijerinckiaceae és a Hyphomicrobiaceae családból került ki. Eredményeink alapján a vizsgált tavak bakterioplanktonjában több olyan Rhizobiales baktérium volt jelen, amely eddig még le nem írt, valószínűsíthetően új családba sorolható be. Ezek alapján elmondható, hogy a sekély tavak planktonikus közösségében a Rhizobiales taxonok egy eddig kevésbé ismert, de jelentős diverzitású komponenst jelentenek.

101

8. Tézisek

Hazánk sekély tavainak bakterioplankton közösségének összetételéről és az azokat meghatározó környezeti változókról még kevés ismeretünk van. A szakirodalom alapján a sekély tavak CDOM tartalma és makrofitonjai fontos tényezők lehetnek ezen közösségek szempontjából. A disszertációban bemutatott eredmények alapján levont következtetéseinket az alábbi néhány tézispontban foglaltuk össze: 1. a sekély tavak bakteriális produkciója és a tápanyag, a DOC és a CDOM tartalma között lineáris összefüggés van; 2. nem található szoros összefüggés sekély tavakban a bakterioplankton közösségek metabolikus potenciálja és a tavak CDOM tartalma között; 3. a bakterioplankton és fitoplankton közösségek összetételére a tavak egyes fizikai és kémiai paramétereinek nagyobb hatása van, mint a CDOM mennyiségének; 4. jelentős makrofiton állomány mellett a sekély tavak bakterioplankton összetételét a makrofiton típusa alapvetően meghatározza; 5. a sekély tavak planktonikus közösségeiben a Rhizobiales taxonok egy eddig kevésbé ismert, de jelentős diverzitású komponenst jelentenek; 6. polifázikus taxonómiai munkák segítségével két új Rhizobiales fajt és egy nemzetséget írtunk le: Siculibacillus lacustris gen. nov., sp. nov. és Rhizobium aquaticum sp. nov. néven

102

9. Összefoglalás

Magyarország természetes állóvizei a sekély tavak csoportjába tartoznak, amelyekhez soroljuk például a védett mocsaras-lápos vizes élőhelyeket, a világviszonylatban is különleges szikes tavainkat, és Közép-Európa legnagyobb állóvizét, a Balatont. A Kárpát-medencében is jócskán találunk fokozottan védett, kiemelkedő természeti értékeket képviselő sekély állóvizeket. A tavak anyagforgalmának egyik fő irányítói a mikroorganizmusok, amelyek előfordulására és működésére számos tényező hat. Ilyen tényezők lehetnek a sekély tavakban számottevően előforduló makrofiton állományok és a makrofiton eredetű CDOM tartalom. A makrofiton állományok az elsődleges termelést negatívan befolyásolják, míg a heterotróf baktériumokra általában pozitív hatással vannak. Munkánk során a Kárpát-medencében megtalálható sekély tavakat vizsgáltunk meg részletesen limnológiai, mikroszkópos, aktivitás vizsgálatok (EcoPlate™, H3-jelölt leucin technika), metagenomikai (Roche, Illumina NGS) és taxonómiai módszerek (filogenetikai, polifázikus) kombinálásával. Az eredmények azt mutatták, hogy a bakteriális produkció a sekély tavak vizének tápanyag, DOC és CDOM tartalmával egyértelműen összefügg, azonban a bakterioplankton metabolikus potenciálját több tényező, úgymint a vizsgált tó típusa és a vízben lévő szerves anyagok eredete, figyelembevételével kell vizsgálni. Azt tapasztaltuk, hogy a tavak egyes fizikai és kémiai paramétereinek nagyobb hatása van a bakterioplankton és fitoplankton közösségek összetételére, mint a CDOM mennyiségének. Azonban azonos CDOM mennyiség mellett, a különböző makrofiton állományú területeken a bakterioplankton és a fitoplankton közösségének összetétele nagyobb horizontális és kisebb vertikális eltolódást mutatott, amelyek a tó részeinek különböző makrofiton állományaival magyarázhatók. A sekély tavak vizsgálata során két új Rhizobiales fajt írtunk le. Az összehasonlító filogenetikai elemzések segítségével rámutattunk arra, hogy a Rhizobiales rend tagjai eddig kevésbé ismert, de jelentős diverzitású csoportot képviselnek a sekély tavakban.

103

10. Summary

In Hungary, mainly shallow lakes are present including protected and unique habitats like soda ponds and marshy wetlands, along with Lake Balaton, the largest water body of Central-Europe. Furthermore, in the Carpathian Basin, highly protected shallow waters with the outstanding natural value could also be found. Microorganisms play a key role in the nutrient cycles of lakes. The function and distribution of these microbes are influenced by many factors like macrophyte stands occurring in shallow lakes and the CDOM content of the lake water originating from the macrophytes. These factors usually affect the primary production negatively, while they generally have a positive effect on heterotrophic bacteria. In this work, selected shallow lakes in the Carpathian Basin were studied by using a combination of limnological, microscopic, activity studies (EcoPlate™, H3-labeled leucine technique), metagenomic (Roche, Illumina NGS) and taxonomic methods (phylogenetic, polyphasic). Results have shown that bacterial production positively correlated with the nutrient, DOC and CDOM content of the water in shallow lakes, but metabolic potential of bacterioplankton was influenced by several other factors, such as the type of the studied lake and the origin of the aquatic organic matter. It was found that some of the physical and chemical parameters of the lakes had a more significant effect on the composition of bacterioplankton and phytoplankton communities than CDOM. However, the composition of bacterioplankton and phytoplankton communities showed major horizontal and minor vertical shifts comparing sites with the similar amount of CDOM but different macrophyte stands, which could be explained by the difference in macrophyte types. During our studies on shallow lakes, two new Rhizobiales species were described. Comparative phylogenetic analyses revealed that members of order Rhizobiales represent a diverse but less well- known group of aquatic microbes in shallow lakes.

104

11. Függelékek

Függelék 1. táblázat. A disszertációban említett, Reynolds-féle fitoplankton funkcionális csoportok és jellemzőik (Reynolds és mtsai, 2002; Padisák és mtsai, 2008).

Kód Élőhely Példa tipikus taxonra Tolerancia Érzékenység

Mélységében kevert, pH emelkedés, Si Aulacoseria subarctica, B mezotróf, kis-közepes Fényhiány forrás kimerülése, A. islandica méretű tó rétegződés

Kis, tápanyagban gazdag Aphanothece, K - Mély átkeveredés vízoszlop Aphanocapsa

Sekély, szél által felkevert Suriella, Cymatopleura, MP - - vízoszlop Aulacoseria, Fragilaria

Fény és nitrogén SN Meleg, kevert rétegek Anabaena minutissima Áramlás hiány

Sekély, átlátszó víz, Chrysococcus, eukarióta X3 Enyhén alkalikus Keveredés, predáció kevert rétegek pikoplankton

Sekély, átlátszó víz, X2 keveredő rétegek mezo- Chrysochromulina Rétegződés Keveredés, szűrés eutróf tavakban

Sekély, tápanyagban Tápanyaghiány, X1 Chlorella Rétegződés gazdag víz, kevert rétegek predáció

Rendszerint kicsi, Y Cryptomonas Fényhiány Fagotrófia tápanyagban gazdag tavak

Anabaena flos-alqae, Nitrogén- és Keveredés, fény-, H1 N-kötő Nostocales fajok Aphanizomenon szénhiány foszforhiány

Meghosszabbodott Mezotróf tavak nyári Tápanyagok L0 Peridinium vagy mély epilimnionja szegregálva átkeveredés

Kisméretű, szerves Sok szerves W1 anyagban gazdag, Euglena Predáció anyag mesterséges tavak

Rendszerint kicsi, Tápanyaghiány, E oligotróf, kevéssé Dinobryon CO hiány (mixotróf lehet) 2 alkalikus tavak

105

Függelék 2. táblázat. Az SA-276T ill. a SA-279T és a legközelebbi rokon törzseinek fenotípusos és biokémiai jellemzői. Törzsek: 1. SA-276T, 2. Rhizobium tubonense DSM 25379T, 3. Rhizobium leguminosarum LMG 14904T, 4. SA-279T, 5. Pleomorphomonas oryzae DSM 16300T, 6. Phreatobacter oligotrophus DSM 25521T. Szimbólumok: +: pozitív; -: negatív; w: gyenge reakció; n.a.: nincs adat. *: Zang és mtsai (2011) alapján; ** Ramírez-Bahena és mtsai (2008) alapján; a: Xie és Yokota (2005) alapján; b: Tóth és mtsai (2014) alapján. Jellemzők 1 2 3 4 5 6 Hőmérséklet (optimális) (°C) 10-45 4-55 10-37 15-37 20-45 20-45 (20-30) (20-30) (20-30) pH (optimális) 6-10 (7-9) 5-9 (5-7) 5-10 (6-7) 5,0-7.5 5-8 6-10 Mozgásképesség + + + + - + Sótolerancia (NaCl, %) 0-2 0-2 0-1 <0,5 0-2 <0,5 Oxidáz aktivitás - - w + + + Kataláz aktivitás w + + + + + Ureáz aktivitás + + + + - - Kazeináz aktivitás - - - n.a. n.a. n.a. Nitrát redukció nitritté + - - n.a. n.a. n.a. (anaerob körülmények között) Asszimiláció: D-Adonitol - - - - + - Eszkulin + + + - + - Amigdalin - - - + + + D-Arabinóz + - - + - - L-Arabinóz + - - + + - L-Arabitol - - - - + - D-Arabitol - - - + + + L-Arginin n.a. n.a. n.a. + + + Adipát - - - + + + Arbutin - - - - w - Kapronsav - - - - - + D-Cellobióz - - - - + - Citrát - - - + - - Dulcitol - - - + + + Eritritol - - - + + + D-Fruktóz + - - + + - L-Fukóz - - - + + - D-Fukóz + + - + + + D-Galaktóz + - - - + - Gentiobióz - - - - + - Glicerol + - - + + + Glikogén - - - + + + D-Glükóz + - - + w -

106

Jellemzők 1 2 3 4 5 6 Glükonát - - - w w - Inozitol - - - - w - Inulin - - - + + + 2-Ketoglukonát - - - + + + 5-Ketoglukonát - + - + + + D-Laktóz - - - + + + D-Lixóz + - - + + - Almasav/Malát + - - + - - D-Maltóz + - - w + w D-Mannitol + - - w + - D-Mannóz + - - + + - D-Melezitóz - - - - + - D-Melibióz - - - - + - Metil-α-D-glükopiranozid - - - - + - Metil-α-D-mannopiranozid - - - - w - Metil-β-D-xilopiranozid - - - + + + N-acetil-glükozamin n.a. n.a. n.a. + + + Fenil-ecetsav - - - - - w D-Raffinóz - - - - + - L-Ramnóz + - - + + - D-Ribóz + - - w + - Keményítő - - - + + + Szalicin - - - - w - L-Szorbóz - - - + + + D-Szorbitol - - - - w - Szacharóz + - - - + - D-Tagatóz - - - - + - Trehalóz + - - - + - Turanóz + - - - + - Xilit - - - - + - D-Xilóz + - - + + - L-Xilóz + - - + + + Enzimaktivitás: Glükóz fermentáció - - - n.a. n.a. n.a. β-glükoronidáz ------Eszkulin hidrolízis + + + - - - Arginin-dihidroláz - - - n.a. n.a. n.a. Észteráz (C4) + + + + + + Észteráz-lipáz (C8) + + + + + +

107

Jellemzők 1 2 3 4 5 6 Lipáz (C14) ------Naftol-AS-BI-foszfohidroláz + + + + + + α-Kimotripszin ------α-Fukozidáz - - + - - - α-Mannozidáz - - + - - - N-acetil-β-glükozaminidáz + + - - + - Alkalikus foszfatáz + + + + + + Savas foszfatáz + + + w + + α-Galaktozidáz - - - - + - β-Galaktozidáz + + + - + - α-Glükozidáz + + + - + - β-Glükozidáz + + + - + - Leucin arilamidáz + + + - + + Cisztin arilamidáz ------Tripszin + - + - + + Zselatin hidrolízis ------Valin arilamidáz - - + - - + Indol termelés - - - n.a. n.a. n.a. DNS G + C tartalom (mol%) 60,8 59,5* 62,5* 69,2 63,1a 68,9b

Függelék 3. táblázat. Az SA-276T ill. a SA-279T és rokon törzseinek fő zsírsavai. Törzsek: 1. SA-276T 2. Rhizobium tubonense DSM 25379T, 3. Rhizobium leguminosarum LMG 14904T, 4. SA-279T, 5. Pleomorphomonas oryzae DSM 16300T, 6. Phreatobacter oligotrophus DSM 25521T, -: nem detektált; TR: <1.0 %. A 1-3. törzseket 28° C-on, Rhizobium agaron, a 4-6. törzseket 21° C-on, R2A táptalajon 3 napig tenyésztettük.

Zsírsav 1 2 3 4 5 6

C18:1ω7c 41,0 25,2 32,9 69,0 72,1 87,7

C16:1ω7c - - - 22,7 TR 3,2 ciklo C19:0ω8c 29,2 35,5 34,4 - 10,9 -

C14:0 3-OH 7,8 6,1 5,5 - 1,4 -

C16:0 7,5 16,4 5,9 6,4 6,6 1,0

11-metil C18:1ω7c 3,6 9,0 7,8 - - 7,1

C18:0 1,9 - 7,8 TR 3,9 TR ciklo C17:0 1,9 TR TR TR - -

C20:2ω6,9c TR 1,5 - - - -

C13:1 AT 12-13 TR - 1,2 - - -

108

Zsírsav 1 2 3 4 5 6

C17:0 TR - 1,0 - 2,9 -

C16:0 3-OH - 1,6 - - - -

C15:0 - - - - TR -

C18:1ω9c - - - - TR -

109

12. Irodalomjegyzék

Adamec L. Mineral nutrition of carnivorous plants: A review. Bot Rev 1997;63:273–99. Adamec L. The smallest but fastest. Ecophysiological characteristics of traps of aquatic carnivorous Utricularia. Plant Sign Behav 2011;6:640–646. Adumitroaei M, Iancu OG, Țabără D et al. Geochemical aspects of the Mohoș peatland from Harghita Mountains. Romanian Journal of Mineral Deposits 2016;86: 85–88. Aiken GR, McKnight DM, MacCarthy P et al. Humic substances in soil, sediment, and water: geochemistry, isolation, and characterization. Wiley-Interscience 1985. Alexandre A, Laranjo M, Young JPW et al. dnaJ is an useful phylogenetic marker for alphaproteobacteria. Int J Syst Evol Microbiol 2008;58:2839–49. van Altena C, Bakker ES, Kuiper JJ et al. The impact of bird herbivory on macrophytes and the resilience of the clear-water state in shallow lakes: a model study. Hydrobiol 2016;777:197–207. Alves LMC, de Souza JAM, Varani AM et al. The Family Rhizobiaceae. In: Rosenberg E, DeLong EF, Lory S, Stackebrandt E, Thompson F (eds). The Prokaryotes. Springer, Berlin 2014;419–37. Apprill A, McNally S, Parsons R et al. Minor revision to V4 region SSU rRNA 806R gene primer greatly increases detection of SAR11 bacterioplankton. Aquat Microb Ecol 2015;75:129-137. Asem MD, Shi L, Jiao JY et al. Desertimonas flava gen. nov., sp. nov. isolated from a desert soil, and proposal of Ilumatobacteraceae fam. nov. Int J Syst Evol Microbiol 2018;68:3593–9. Bachmann RW, Hoyer MV, Canfield DE. The potential for wave disturbance in shallow florida lakes. Lake Reserv Manag 2000;16:281–91. Barrow GI, Feltham RKA. Cowan and Steel’s Manual for the Identification of Medical Bacteria, 3rd edn. Cambridge: Cambridge University Press 2003. Biel AJ. Control of bacteriochlorophyll accumulation by light in Rhodobacter capsulatus. J Bacteriol 1986;168:655–659. Birnboim HC, Doly J. A rapid alkaline extraction procedure for screening recombinant plasmid DNA. Nucleic Acids Res 1979;7:1513-23. Bolla B, Borics G, Kiss K et al. Recommendations for ecological status assessment of Lake Balaton (largest shallow lake of Central Europe), based on benthic diatom communities. Vie et Milieu 2010;60:197–208. Begy R, Timar-Gabor A, Somlai J et al. A sedimentation study of St. Ana Lake (Romania) applying the 210Pb and 137Cs dating methods. Geochronometria 2011;38:93–100. Behrendt U, Kämpfer P, Glaeser SP et al. Characterization of the N2O-producing soil bacterium Rhizobium azooxidifex sp. nov. Int J Syst Evol Microbiol 2016;66:2354–61. Bertilsson S, Stefan LJ. Photochemically produced carboxylic acids as substrates for freshwater bacterioplankton. Limnol Oceanogr 1998;43:885–95. Blindow I, Andersson G, Hargeby A et al. Long-term pattern of alternative stable states in two shallow eutrophic lakes. Freshw Biol 1993;30:159–67. Boros E. A magyarországi szikes tavak és vizek ökológiai értékelése. Acta Biol Debr Oecol Hung 1999;9: 13–80. Boros E. Szikes tavak. Környezetvédelmi Minisztérium, Természetvédelmi Hivatal (Nemzeti Ökológiai Hálózat 4) 2002;28. Boros E, Vörös L. A magyarországi szikes tavak sótartalma és ionösszetétele. Acta Biol Debr Oecol Hung 2010;22: 37-51. Boros E, V-Balogh K, Vörös L et al. Multiple extreme environmental conditions of intermittent soda pans in the Carpathian Basin (Central Europe). Limnologica 2017;62:38–46. Borrel G, Jézéquel D, Biderre-Petit C et al. Production and consumption of methane in freshwater lake ecosystems. Res Microbiol 2011;162:832–47. Borsodi AK, Farkas I, Kurdi P. Numerical analysis of planktonic and reed biofilm bacterial communities of Lake Fertő (Neusiedlersee, Hungary/Austria). Water Res 1998;32:1831–40. Borsodi AK, Márialigeti K, Szabó G et al. Bacillus aurantiacus sp. nov., an alkaliphilic and moderately halophilic bacterium isolated from Hungarian soda lakes. Int J Syst Evol Microbiol 2008;58:845–51. Borsodi AK, Pollák B, Kéki Z et al. Bacillus alkalisediminis sp. nov., an alkaliphilic and moderately halophilic bacterium isolated from sediment of extremely shallow soda ponds. Int J Syst Evol Microbiol 2011;61:1880–6. Borsodi A, Szili-Kovács T, Schumann P et al. Nesterenkonia pannonica sp. nov., a novel alkaliphilic and moderately halophilic actinobacterium. Int J Syst Evol Microbiol 2017a;67:4116-4120.

110

Borsodi A, Korponai K, Schumann P et al. Nitrincola alkalilacustris sp. nov. and Nitrincola schmidtii sp. nov., alkaliphilic bacteria isolated from soda pans, and emended description of the genus Nitrincola. Int J Syst Evol Microbiol 2017b;67:5159-5164. Bowman JP, Nichols CM, Gibson JAE. Algoriphagus ratkowskyi gen. nov., sp. nov., Brumimicrobium glaciale gen. nov., sp. nov., Cryomorpha ignava gen. nov., sp. nov. and Crocinitomix catalasitica gen. nov., sp. nov., novel flavobacteria isolated from various polar habitats. Int J Syst Evol Microbiol 2003;53:1343–55. Bragina A, Berg C, Cardinale M et al. Sphagnum mosses harbour highly specific bacterial diversity during their whole lifecycle. ISME J 2012;6:802–13. Bray GA. A simple efficient liquid scintillator for counting aqueous solutions in a liquid scintillation counter. Anal Biochem 1960;1:279-285. Brenner DJ, Krieg NR. Bergey’s Manual® of Systematic Bacteriology: Volume Two: The Proteobacteria. Springer Science & Business Media 2006. Bruns A, Nübel U, Cypionka H et al. Effect of signal compounds and incubation conditions on the culturability of freshwater bacterioplankton. Appl Environ Microbiol 2003;69:1980–9. Buczkó K. About the spatial distribution of the algea and thenquantitative development of the periphyton in the Hungarian part of Fertő (Neusiedler See). Biologisches Forschungsinstitut für Burgenland. Illmitz, BFB-Bericht 1989;71:111-124. Bunse C, Pinhassi J. Marine Bacterioplankton Seasonal Succession Dynamics. Trends Microbiol 2017;25:494–505. Caporaso JG, Lauber CL, Walters WA et al. Global patterns of 16S rRNA diversity at a depth of millions of sequences per sample. Proc Natl Acad Sci 2010;108:4516–22. Chen Y. Long-term dynamics of phytoplankton assemblages: Microcystis-domination in Lake Taihu, a large shallow lake in China. J Plankton Res 2003;25:445–53. Chen XY, Zhao R, Tian Y et al. Mucilaginibacter polytrichastri sp. nov., isolated from a moss (Polytrichastrum formosum), and emended description of the genus Mucilaginibacter. Int J Syst Evol Microbiol 2014;64:1395–400. Clarke KR. Non-parametric multivariate analysis of changes in community structure. Aust J Ecol 1993;18:117–143. Claus M. A standardised Gram staining procedure. World J Microbiol Biotechnol 1992;8:451–452. Coenye T. The Family Burkholderiaceae. In: Rosenberg E, DeLong EF, Lory S, Stackebrandt E, Thompson F (eds). The Prokaryotes. Springer 2014;759–76. Cole JJ, Prairie YT, Caraco NF et al. Plumbing the global carbon cycle: integrating inland waters into the terrestrial carbon budget. Ecosystems 2007;10:172–85. Cole JK, Morton BR, Cardamone HC et al. Salinivirga fredricksonii gen. nov., sp. nov., a heterotrophic halophile isolated from a photosynthetic mat, a member of a novel lineage (Salinarimonadaceae fam. nov.) within the order Rhizobiales, and reclassification of the genus Salinarimonas Liu et al. 2010 into Salinarimonadaceae. Int J Sys Evol Microbiol 2018. Comte J, del Giorgio PA. Links between resources, C metabolism and the major components of bacterioplankton community structure across a range of freshwater ecosystems. Environ Microbiol 2009;11:1704–16. Cooke GD, Lombardo P, Brant C. Shallow and deep lakes: determining successful management options. LakeLine 2001;Spring:42–6. Cooper WJ, Zika RG, Petasne RG et al. Sunlight-induced photochemistry of humic substances in natural waters: major reactive species. Adv Chem 1988, 333–62. Corsaro D, Venditti D, Le Faou A et al. A new chlamydia-like 16S rDNA sequence from a clinical sample. Microbiol 2001;147:515–6. Császi IN. Zoboralja helynévtípusainak vizsgálata. Névtani Értesítő 2002;25:52–7. Csitári B, Szabó A, Bedics A et al. Adatok a szikes tavaink nitrogénforgalmában feltételezhetően szerepet játszó planktonikus baktériumok megismeréséhez. Hidrol Közl 2018;98:71-76. Dahal RH, Chaudhary DK, Kim J. Pinisolibacter ravus gen. nov., sp. nov., isolated from pine forest soil and allocation of the genera Ancalomicrobium and Pinisolibacter to the family Ancalomicrobiaceae fam. nov., and emendation of the genus Ancalomicrobium Staley 1968. Int J Syst Evol Microbiol 2018;68:1955–62. Dahal RH, Kim J. Fluviicola kyonggii sp. nov., a bacterium isolated from forest soil and emended description of the genus Fluviicola. Int J Syst Evol Microbiol 2018;68:1885–9. Diaconu D, Mailat E. Complex study of the lacustrian ecosystems of Mohos swamp. Lakes reservoirs and ponds 2010;4:70-78. Dedysh S, Haupt E, Dunfield P. Emended description of the family Beijerinckiaceae and transfer of the genera Chelatococcus and Camelimonas to the family Chelatococcaceae fam. nov. Int J Syst Evol Microbiol 2016;66:3177-3182.

111

Dinka M, Agoston-Szabo E, Tóth I. Changes in nutrient and fibre content of decomposing Phragmites australis litter. Int Rev Hydrobiol 2004;89:519-535. Downing JA. Emerging global role of small lakes and ponds: little things mean a lot. Limnetica 2010;29:9– 24. Duan J, Gregory J. Coagulation by hydrolysing metal salts. Adv Colloid Interface Sci 2003;100-102:475– 502. Duckworth AW, William WD, Jones BE et al. Phylogenetic diversity of soda Lake Alkaliphiles. Fems Microbiol Ecol 1996; 19:181-191. Eaton AD, Clesceri LS, Rice EW et al. Standard methods for the examination of water and wastewater (21st ed). Washington, DC, USA: APHA 2005. Edgar RC, Haas BJ, Clemente JC et al. UCHIME improves sensitivity and speed of chimera detection. Bioinformatics 2011;27:2194–200. Eiler A, Zaremba-Niedzwiedzka K, Martínez-García M et al. Productivity and salinity structuring of the microplankton revealed by comparative freshwater metagenomics. Environ Microbiol 2014;16:2682–98. Enríquez S, Duarte CM, Sand-Jensen K. Patterns in decomposition rates among photosynthetic organisms: the importance of detritus C:N:P content. Oecologia 1993;94:457–71. Erikson R, Vammen K, Zelaya A et al. Distribution and dynamics of bacterioplankton production in a polymictic tropical lake (Lago Xolotlán, Nicaragua). Hydrobiologia 1998;382:27–39. Eronen-Rasimus E, Luhtanen AM, Rintala JM et al. An active bacterial community linked to high chl-a concentrations in Antarctic winter-pack ice and evidence for the development of an anaerobic sea-ice bacterial community. ISME J 2017;11:2345–55. Everett KD, Bush RM, Andersen AA. Emended description of the order Chlamydiales, proposal of Parachlamydiaceae fam. nov. and Simkaniaceae fam. nov., each containing one monotypic genus, revised taxonomy of the family Chlamydiaceae, including a new genus and five new species, and standards for the identification of organisms. Int J Syst Bacteriol 1999;49:415–40. Fan Z, Han RM, Ma J et al. Submerged macrophytes shape the abundance and diversity of bacterial denitrifiers in bacterioplankton and epiphyton in the shallow fresh Lake Taihu, China. Env Sci Pollut Res 2016;23:14102-14114. Feinstein LM, Sul WJ, Blackwood CB. Assessment of bias associated with incomplete extraction of microbial DNA from soil. Appl Environ Microbiol 2009;75:5428–33. Felföldi T, Duleba M, Somogyi B et al. Diversity and seasonal dynamics of the photoautotrophic picoplankton in Lake Balaton (Hungary). Aquat Microb Ecol 2011a;63:273–87. Felföldi T, Kéki Zs, Sipos R et al. Ottowia pentelensis sp. nov., a floc-forming betaproteobacterium isolated from an activated sludge system treating coke plant effluent. Int J Syst Evol Microbiol 2011b;61:2146– 2150. Felföldi T, Vengring A, Kéki Zs et al. Eoetvoesia caeni gen. nov., sp. nov., isolated from an activated sludge system treating coke plant effluent. Int J Syst Evol Microbiol 2014;64:1920–1925. Felföldi T, Kovács E, Fikó DR et al. Hagyományostól eltérő eljárások alkalmazása új baktériumtörzsek laboratóriumi tenyésztése érdekében. Hidrol Közl 2015;95:19-21. Felföldi T, Ramganesh S, Somogyi B et al. Winter planktonic microbial communities in highland aquatic habitats. Geomicrobiol J 2016;33:494–504. Felföldi T, Márton ZS, Szabó A et al. Siculibacillus lacustris gen. nov., sp. nov., a new rosette-forming bacterium isolated from a freshwater crater lake (Lake St. Ana, Romania). Int J Syst Evol Microbiol 2019 (in press). Felföldy L. A vizek környezettana: általános hidrobiológia. Mezőgazdasági Kiadó 1981. de Figueiredo DR, Pereira MJ, Correia A. Seasonal modulation of bacterioplankton community at a temperate eutrophic shallow lake. World J Microbiol Biotechnol 2009;26:1067–77. Fouilland E, Tolosa I, Bonnet D et al. Bacterial carbon dependence on freshly produced phytoplankton exudates under different nutrient availability and grazing pressure conditions in coastal marine waters. FEMS Microbiol Ecol 2014;87:757–69. Francis IM, Jochimsen KN, De Vos P et al. Reclassification of rhizosphere bacteria including strains causing corky root of lettuce and proposal of Rhizorhapis suberifaciens gen. nov., comb. nov., Sphingobium mellinum sp. nov., Sphingobium xanthum sp. nov. and Rhizorhabdus argentea gen. nov., sp. nov. Int J Syst Evol Microbiol 2014;64:1340–50. Frank B. Uber die Parasiten in den Wurzelanschwillungen der Papilionaceen. Botanische Zeitung 1879;37:376-387,394-399. Fukunaga Y, Kurahashi M, Sakiyama Y et al. Phycisphaera mikurensis gen. nov., sp. nov., isolated from a marine alga, and proposal of Phycisphaeraceae fam. nov., Phycisphaerales ord. nov. and Phycisphaerae classis nov. in the phylum Planctomycetes. J Gen Appl Microbiol 2009;55:267–75.

112

Garrity GM, Bell JA, Lilburn T. Brucellaceae. Bergey’s Manual of Systematics of Archaea and Bacteria. Springer 2015;1–1. Garrity GM, Bell JA, Lilburn T. Family IX. Methylobacteriaceae fam. nov. Bergeys Manual of Systematic Bacteriology, 2nd edition, vol. 2 (The Proteobacteria), part C (The Alpha-, Beta-, Delta-, and Epsilonproteobacteria), Springer 2005;567. Gasol JM. How to measure bacterial activity and production with the uptake of radiolabeled leucine. http://www.cmima.csic.es/pub/gasol/Manuals/ProdBact/Leucine.htm; 1999. Gebrehiwot M, Kifle D, Stiers I et al. Phytoplankton functional dynamics in a shallow polymictic tropical lake: the influence of emergent macrophytes. Hydrobiol 2017;797:69–86. Giovannoni S, Stingl U. The importance of culturing bacterioplankton in the “omics” age. Nat Rev Microbiol 2007;5:820–6. Gjessing E. Algicidal and chemical effect of u.v.-radiation of water containing humic substances. Water Res 1991;25:491–4. Gomez E, Garland J, Conti M. Reproducibility in the response of soil bacterial community-level physiological profiles from a land use intensification gradient. Appl Soil Ecol 2004;26:21-30. Cowan ST, Steel KJ. Manual for the identification of medical bacteria, 2nd edn. Cambridge University Press, Cambridge 1974. Graham JM, Kent AD, Lauster GH et al. Seasonal dynamics of phytoplankton and planktonic protozoan communities in a northern temperate humic lake: diversity in a dinoflagellate dominated system. Microb Ecol 2004;48:528–40. Grant WD. Alkaline environments. In: Encyclopedia of Microbiology (Lederberg I, Ed.). Academic Press 1992;73-80. Greca MD, Monaco P, Previtera L et al. Allelochemical activity of phenylpropanes from Acorus gramineus. Phytochemistry 1989;28:2319–21. Greca MD, Fiorentino A, Monaco P et al. Action of antialgal compounds from Juncus effusus L. on Selenastrum capricornutum. J Chem Ecol 1996;22:587–603. Grochowska J, Tandyrak R, Brzozowska R et al. Modifications in the trophic state of an urban lake, restored by different methods. J Element 2016. Grossart HP, Simon M. Interactions of planktonic algae and bacteria: effects on algal growth and organic matter dynamics. Aquat Microb Ecol 2007;47:163–76. Gross EM. Allelopathy of Aquatic Autotrophs. CRC Crit Rev Plant Sci 2003;22:313–39. Gross EM, Hilt S, Lombardo P et al. Searching for allelopathic effects of submerged macrophytes on phytoplankton—state of the art and open questions. Shallow Lakes in a Changing World. 2007;77–88. Gulati RD, Lammens E, DePauw N et al. Shallow Lakes in a Changing World: Proceedings of the 5th International Symposium on Shallow Lakes, Held at Dalfsen, The Netherlands, 5-9 June 2005. Springer Science & Business Media, 2007. Guo-feng L, Lu Z, Cheng-xin F et al. The response of macrophytes to nutrients and implications for the control of phytoplankton blooms in east Taihu Lake, China. J Pol E Control 2014. Gupta RS, Chander P, George S. Phylogenetic framework and molecular signatures for the class Chloroflexi and its different clades; proposal for division of the class Chloroflexia class. nov. [corrected] into the suborder Chloroflexineae subord. nov., consisting of the emended family Oscillochloridaceae and the family Chloroflexaceae fam. nov., and the suborder Roseiflexineae subord. nov., containing the family Roseiflexaceae fam. nov. Antonie Van Leeuwenhoek 2013;103:99–119. Gupta RS, Lo B, Son J. Phylogenomics and comparative genomic studies robustly support division of the genus Mycobacterium into an emended genus Mycobacterium and four novel genera. Front Microbiol 2018;9. Guy M, Taylor WD, Carter JCH. Decline in total phosphorus in the surface waters of lakes during summer stratification, and its relationship to size distribution of particles and sedimentation. Can J Fish Aquat Sci 1994;51:1330–7. Hahn MW. Isolation of strains belonging to the cosmopolitan Polynucleobacter necessarius cluster from freshwater habitats located in three climatic zones. Appl Environ Microbiol 2003;69:5248–54. Hahn MW, Lünsdorf H, Wu Q et al. Isolation of novel ultramicrobacteria classified as actinobacteria from five freshwater habitats in Europe and Asia. Appl Environ Microbiol 2003;69:1442–51. Håkanson L. Lake bottom dynamics and morphometry: The dynamic ratio. Water Resour Res 1982;18:1444– 50. Halmos G, Karcza Zs, Németh Á et al. The migratory fattening of the barn swallow Hirundo rustica in Hungary. Acta Zool Acad Sci Hung 2010;56:73-87. Hammer Ř, Harper DAT, Ryan PD. Past paleontological statistics software package for education and data analysis. Palaeontol Electron 2001;4:9.

113

Hanamachi Y, Hama T, Yanai T. Decomposition process of organic matter derived from freshwater phytoplankton. Limnology 2008;9:57–69. Han JR, Geng QL, Wang FQ et al. Algoriphagus marinus sp. nov., isolated from marine sediment and emended description of the genus Algoriphagus. Int J Syst Evol Microbiol 2017;67:2412–7. He D, Ren L, Wu QL. Contrasting diversity of epibiotic bacteria and surrounding bacterioplankton of a common submerged macrophyte, Potamogeton crispus, in freshwater lakes. FEMS Microbiol Ecol 2014;90:551-62. Hedlund BP. Phylum XXIII. Verrucomicrobia phyl. nov. Bergey’s Manual® of Systematic Bacteriology. 2010;795–841. Heimbrook ME, Wang WLL, Campbell G. Staining bacterial flagella easily. J Clin Microbiol 1989;27:2612– 2615. Hempel M, Grossart HP, Gross EM. Community composition of bacterial biofilms on two submerged macrophytes and an artificial substrate in a pre-alpine lake. Aquat Microb Ecol 2009;58:79–94. Henson MW, Lanclos VC, Faircloth BC et al. Cultivation and genomics of the first freshwater SAR11 (LD12) isolate. ISME J 2018;12:1846–60. Herlemann DP, Labrenz M, Jürgens K et al. Transitions in bacterial communities along the 2000 km salinity gradient of the Baltic Sea. ISME J 2011;5: 1571-1579. Herodek S, Istvánovics V, Zlinszky J. Phosphorus metabolism and eutrophication control of Lake Balaton. SIL Proceedings, 1922-2010 1988;23:517–21. Hessen DO, Tranvik LJ. Aquatic humic matter: from molecular structure to ecosystem stability. Ecological Studies. 1998, 333–42. Hobbie JE, Daley RJ, Jasper S. Use of nucleopore filters for counting bacteria by fluorescence microscopy. Appl Env Microbiol 1977;33:1225–1228. Hoefman S, van der Ha D, Iguchi H et al. Methyloparacoccus murrellii gen. nov., sp. nov., a methanotroph isolated from pond water. Int J Syst Evol Microbiol 2014;64:2100–7. Hofmann R, Griebler C. DOM and bacterial growth efficiency in oligotrophic groundwater: absence of priming and co-limitation by organic carbon and phosphorus. Aquat Microb Ecol 2018;81:55–71. Hornibrook ERC, Longstaffe FJ, Fyfe WS et al. Carbon-isotope ratios and carbon, nitrogen and sulfur abundances in flora and soil organic matter from a temperate-zone bog and marsh. Geochem J 2000;34:237–45. Horváth A. Hargita hegység (Erdély Hegyei 18). Csíkszereda, Pallas-Akadémia Könyvkiadó 2002. Hu D, Cha G, Gao B. A phylogenomic and molecular markers based analysis of the class. Front Microbiol 2018;9:987. Hugenholtz P. Exploring prokaryotic diversity in the genomic era. Genome Biol 2002;3:REVIEWS0003. Hug LA, Baker BJ, Anantharaman K et al. A new view of the tree of life. Nat Microbiol 2016;1:16048. Hugh R, Leifson E. The taxonomic significance of fermentative versus oxidative metabolism of carbohydrates by various gram negative bacteria. J Bacteriol 1953;66:24-26. Hunter WJ, Kuykendall LD, Manter DK. Rhizobium selenireducens sp. nov.: A Selenite-Reducing α- Proteobacteria Isolated From a Bioreactor. Curr Microbiol 2007;55:455–60. Huss AA, Wehr JD. Strong indirect effects of a submersed aquatic macrophyte, Vallisneria americana, on bacterioplankton densities in a mesotrophic lake. Microb Ecol 2004;47:305–15. Hutalle-Schmelzer KML, Zwirnmann E, Krüger A et al. Enrichment and cultivation of pelagic bacteria from a humic lake using phenol and humic matter additions. FEMS Microbiol Ecol 2010;72:58–73. Inan K, Canakci S, Ozer A et al. Algoriphagus trabzonensis sp. nov., isolated from freshwater, and emended description of Algoriphagus alkaliphilus. Int J Syst Evol Microbiol 2015;65:2234–40. Istvánovics V, Somlyódy L, Clement A. Cyanobacteria-mediated internal eutrophication in shallow Lake Balaton after load reduction. Water Res 2002;36:3314–22. Jafari NG, Gunale VR. Hydrobiological study of algae of an urban freshwater river. J Appl Sci Environ Manage 2009;10. Jeppesen E, Jensen JP, Søndergaard M et al. Top-down control in freshwater lakes: the role of nutrient state, submerged macrophytes and water depth. Shallow Lakes’95. 1997;151–64. Jeppesen E, Sondergaard M, Sondergaard M & Christofferson K. (Eds.). Nutrient Dynamics, Sedimentation, and Resuspension. In: The structuring role of submerged macrophytes in lakes (Vol. 131). USA, Germany: Springer Science & Business Media, 2012. Jezbera J, Jezberová J, Koll U et al. Contrasting trends in distribution of four major planktonic betaproteobacterial groups along a pH gradient of epilimnia of 72 freshwater habitats. FEMS Microbiol Ecol 2012;81:467–79. Jezberová J, Jezbera J, Brandt U et al. Ubiquity of Polynucleobacter necessarius subsp asymbioticus in lentic freshwater habitats of a heterogenous 2000 km2 area. Env Microbiol 2010;12:658–669.

114

Jiao N, Zhang Y, Chen Y. Time series observation based InfraRed Epifluorescence Microscopic (TIREM) approach for accurate enumeration of bacteriochlorophyll containing microbes in marine environments. J Microbiol Meth 2006;65:442–452. Jimenez-Infante F, Ngugi DK, Vinu M et al. Genomic characterization of two novel SAR11 isolates from the Red Sea, including the first strain of the SAR11 Ib clade. FEMS Microbiol Ecol 2017;93. Jones SE, Newton RJ, McMahon KD. Evidence for structuring of bacterial community composition by organic carbon source in temperate lakes. Environ Microbiol 2009;11:2463–72. Jordaan K, Bezuidenhout CC. The impact of physico-chemical water quality parameters on bacterial diversity in the Vaal River, South Africa. Water SA 2013;39. Judd KE, Crump BC, Kling GW. Variation in dissolved organic matter controls bacterial production and community composition. Ecology 2006;87:2068–79. Kalff J, Rooney N. Submerged macrophyte-bed effects on water-column phosphorus, chlorophyll a, and bacterial production. Ecosystems 2003;6:797–807. Kasalický V, Jezbera J, Hahn MW et al. The diversity of the Limnohabitans genus, an important group of freshwater bacterioplankton, by characterization of 35 isolated strains. PLoS One 2013;8:e58209. Kellerman AM, Guillemette F, Podgorski DC et al. Unifying concepts linking dissolved organic matter composition to persistence in aquatic ecosystems. Environ Sci Technol 2018;52:2538–48. Keresztessy K, May K, Weiperth A et al. Hosszú távú halfaunisztikai vizsgálatok és a veszélyeztetett lápi póc populációbiológiája a Duna-Tisza köze két Ramsari területén. Pisces Hungarici 2012;6: 47-54. Kim M, Oh HS, Park SC et al. Towards a taxonomic coherence between average nucleotide identity and 16S rRNA gene sequence similarity for species demarcation of prokaryotes. Int J Syst Evol Microbiol 2014;64:346–51. Kirchman D, K'nees E, Hodson R. Leucine incorporation and its potential as a measure of protein synthesis by bacteria in natural aquatic systems. Appl Environ Microbiol 1985;49:599-607. Kirchman DL, Dittel AI, Findlay SEG et al. Changes in bacterial activity and community structure in response to dissolved organic matter in the Hudson River, New York. Aquat Microb Ecol 2004;35:243– 57. Kirchman DL. Processes in Microbial Ecology. Oxford University Press 2018. Klindworth A, Pruesse E, Schweer T et al. Evaluation of general 16S ribosomal RNA gene PCR primers for classical and next-generation sequencing-based diversity studies. Nucleic Acids Res 2013;41:e1. Klüpfel L, Piepenbrock A, Kappler A et al. Humic substances as fully regenerable electron acceptors in recurrently anoxic environments. Nat Geosci 2014;7:195–200. Korponai K, Szabó A, Somogyi B et al. A planktonikus bakteriális közösségek szezonális alakulása különböző karakterű szikes tavakban. Hidrol Közl 2016;96: 44–52. Kovács A, Istvánovics V. A víz alá merült makrofitonok szerepe a Kis-Balaton II. ütemének foszfor forgalmában. MHT XII. Siófok: Országos Vándorgyűlése I. kötet 1994. Kozich JJ, Westcott SL, Baxter NT et al. Development of a dual-index sequencing strategy and curation pipeline for analyzing amplicon sequence data on the MiSeq Illumina sequencing platform. Appl Environ Microbiol 2013;79:5112-5120. Krieg NR, Ludwig W, Whitman WB et al. Bergey’s Manual of Systematic Bacteriology: Volume 4: The Bacteroidetes, Spirochaetes, Tenericutes (Mollicutes), Acidobacteria, Fibrobacteres, Fusobacteria, Dictyoglomi, Gemmatimonadetes, Lentisphaerae, Verrucomicrobia, Chlamydiae, and Planctomycetes. Springer Science & Business Media 2011. Krieg NR. Bacteroidia class. nov. Bergey’s Manual of Systematics of Archaea and Bacteria. 2015;1–1. Kuiper JJ, Verhofstad MJJM, Louwers ELM et al. Mowing submerged macrophytes in shallow lakes with alternative stable states: battling the good guys? Environ Manage 2017;59:619–34. Kulichevskaya IS, Suzina NE, Liesack W et al. Bryobacter aggregatus gen. nov., sp. nov., a peat-inhabiting, aerobic chemo-organotroph from subdivision 3 of the Acidobacteria. Int J Syst Evol Microbiol 2009;60:301–6. Kumar S, Stecher G, Tamura K. MEGA7: molecular evolutionary genetics analysis version 7.0 for bigger datasets. Mol Biol Evol 2016;33:1870–1874. Kunin V, Engelbrektson A, Ochman H et al. Wrinkles in the rare biosphere: pyrosequencing errors can lead to artificial inflation of diversity estimates. Environ Microbiol 2010;12:118–123 Kutics K. Sekély vizű tavak jellegzetességei és problémái. Act Sci Soc 2013;39:11–34. Lee K, Liu C, Anzai Y et al. The hierarchical system of the ‘Alphaproteobacteria’: description of Hyphomonadaceaefam. nov., Xanthobacteraceae fam. nov. and Erythrobacteraceae fam. nov. Int J Syst Evol Microbiol 2005;55:1907-1919 Lee M, Woo SG, Ten LN. Shinella daejeonensis sp. nov., a nitrate-reducing bacterium isolated from sludge of a leachate treatment plant. Int J Syst Evol Microbiol 2010;61:2123–8.

115

Li J, Yu Q, Tian YQ et al. Spatio-temporal variations of CDOM in shallow inland waters from a semi- analytical inversion of Landsat-8. Remote Sensing of Environment 2018;218:189–200. Likens GE. Lake Ecosystem Ecology: A Global Perspective. Academic Press 2010. Lindeman RL. The trophic-dynamic aspect of ecology. Ecology 1942;23:399–417. Lindh MV, Sjöstedt J, Andersson AF et al. Disentangling seasonal bacterioplankton population dynamics by high-frequency sampling. Environ Microbiol 2015;17:2459–76. Lindh MV, Sjöstedt J, Casini M et al. Local environmental conditions shape generalist but not specialist components of microbial metacommunities in the Baltic Sea. Front Microbiol 2016;07. Lindström ES. Bacterioplankton community composition in five lakes differing in trophic status and humic content. Microb Ecol 2000;40:104–13. Lindström ES, Leskinen E. Do neighboring lakes share common taxa of bacterioplankton? Comparison of 16S rDNA fingerprints and sequences from three geographic regions. Microb Ecol 2002;44:1–9. Lindström ES, Kamst-Van Agterveld MP, Zwart G. Distribution of typical freshwater bacterial groups is associated with pH, temperature, and lake water retention time. Appl Environ Microbiol 2005;71:8201–6. Liu J, Fu B, Yang H et al. Phylogenetic shifts of bacterioplankton community composition along the Pearl Estuary: the potential impact of hypoxia and nutrients. Front Microbiol 2015a;6:64. Liu Y, Zeng RY, Wang RP et al. Rhizobium marinum sp. nov., a malachite-green-tolerant bacterium isolated from seawater. Int J Syst Evol Microbiol 2015b;65:4449–54. López-Archilla AI, Moreira D, López-García P et al. Phytoplankton diversity and cyanobacterial dominance in a hypereutrophic shallow lake with biologically produced alkaline pH. Extremophiles 2003;8:109–15. MacCarthy P. The principles of humic substances. Soil Sci 2001;166:738–51. MacIsaac EA, Stockner JG. Enumeration of phototrophic picoplankton by autofluorescence. In Kemp, P.F., B. F. Sherr, E. B. Sherr & J. J. Cole (eds), Handbook of methods in aquatic microbial ecology. Boca Raton, Ann Arbor, London, Tokyo: Lewis Publishers 1993;187–197. Mackereth FJH, Heron J, Talling JF. Water analysis: some revised methods for limnologists. FBA Sci Pub 1989;84–90. Mackie EAV, Leng MJ, Lloyd JM et al. Bulk organic δ13C and C/N ratios as palaeosalinity indicators within a Scottish isolation basin. J Quat Sci 2005;20:303–12. Mádl-Szőnyi J, Tóth J. A hydrogeological type section for the Duna-Tisza Interfluve, Hungary. Hydrogeol J 2009;17:961–80. Magyari EK, Veres D, Wennrich V et al. Vegetation and environmental responses to climate forcing during the Last Glacial Maximum and deglaciation in the East Carpathians: attenuated response to maximum cooling and increased biomass burning. Quat Sci Rev 2014;106:278–98. Maileht K, Nõges T, Nõges P et al. Water colour, phosphorus and alkalinity are the major determinants of the dominant phytoplankton species in European lakes. Hydrobiologia 2012;704:115–26. Maresca JA, Miller KJ, Keffer JL et al. Distribution and diversity of rhodopsin-producing microbes in the Chesapeake Bay. Appl Environ Microbiol 2018;84. Margalef LIR. Temporal succession and spatial heterogeneity in phytoplankton. University of California press, 1958. Máthé I, Borsodi AK, Tóth EM et al. Vertical physico-chemical gradients with distinct microbial communities in the hypersaline and heliothermal Lake Ursu (Sovata, Romania). Extremophiles 2014;18:501–514. Máthé I, Tóth E, Mentes A et al. A new Rhizobium species isolated from the water of a crater lake, description of Rhizobium aquaticum sp. nov. Antonie Van Leeuwenhoek 2018;111: 2175–2183. Meerhoff M, Jeppesen E. Shallow Lakes and Ponds. Encyclopedia of Inland Waters 2009;645–55. Mentes A, Keresztes ZsGy, Hegyi A, Márialigeti K, Máthé I, Somogyi B, Vörös L, Felföldi T. 2014. Tengeri pikocianobaktériumok Erdély sós tavaiban. Hidrol Közl 94: 19-21. Mergaert J, Swings J. Phyllobacteriaceae fam. nov. Bergey’s Manual of Systematics of Archaea and Bacteria, 2015;1–3. Molnár B, Iványosi-Szabó A, Fényes J. A Kolon-tó kialakulása és limnogeológiai fejlődése. Hidrol Közl 1979;12:549–560. Molnár Zs. A Duna-Tisza köze és a Tiszántúl növényzete a 18-19. század fordulóján II.: Szikesek, lösz- és homokvidékek, legelők, sáncok, szántók és parlagok. Bot Közl 2008;95:39-63. Molnár Zs. A Duna-Tisza köze és a Tiszántúli fontosabb vegetációtípusainak holocén kori története: irodalmi értékelés egy vegetáció kutató szemszögéből. Kanitzia 2009;16:93-118. Morabito G, Oggioni A, Caravati E et al. Seasonal morphological plasticity of phytoplankton in Lago Maggiore (N. Italy). Hydrobiologia 2007;578:47–57. Moran MA, Hodson RE. Contributions of degrading Spartina alterniflora lignocellulose to the dissolved organic carbon pool of a salt marsh. Mar Ecol Prog Ser 1990a;62:161–8.

116

Moran MA, Hodson RE. Bacterial production on humic and nonhumic components of dissolved organic carbon. Limnol Oceanogr 1990b;35:1744–56. Mousavi SA, Österman J, Wahlberg N et al. Phylogeny of the Rhizobium-Allorhizobium-Agrobacterium clade supports the delineation of Neorhizobium gen. nov. Syst Appl Microbiol 2014;37:208–15. Murphy J, Riley JP. A modified single solution method for the determination of phosphate in natural waters. Anal Chim Acta 1962;27: 31–36. Murray RE, Hodson RE. Influence of macrophyte decomposition on growth rate and community structure of okefenokee swamp bacterioplankton. Appl Environ Microbiol 1986;51:293–301. Nelson WC, Stegen JC. The reduced genomes of Parcubacteria (OD1) contain signatures of a symbiotic lifestyle. Front Microbiol 2015, 6:713. Newman S, McCormick PV, Miao SL et al. The effect of phosphorus enrichment on the nutrient status of a northern Everglades slough. Wetlands Ecol Manage 2004;12:63–79. Newton RJ, Jones SE, Eiler A et al. A guide to the natural history of freshwater lake bacteria. Microbiol Mol Biol Rev 2011;75:14–49. Németh Á, Vadász Cs. First record of the Zitting Cisticola (Cisticola juncidis Rafinesque, 1810) in Hungary. Opusc Zool Budapest 2008;37: 89-90. Nichols D. Cultivation gives context to the microbial ecologist. FEMS Microbiol Ecol 2007;60:351–7. Norris PR. Acidimicrobiia class. nov. Bergey’s Manual of Systematics of Archaea and Bacteria. 2015;1–1. Ntougias S, Polkowska Ż, Nikolaki S et al. Bacterial community structures in freshwater polar environments of Svalbard. Microbes Environ 2016;31:401–9. Oksanen J, Blanchet FG, Kindt R et al. Vegan: community ecology package, R package. 2016; version 2.3-4. Disponible en: http://CRAN.R-project.org/package=vegan Oren A, Xu XW. The Family Hyphomicrobiaceae. In: Rosenberg E, DeLong EF, Lory S, Stackebrandt E, Thompson F (eds) The Prokaryotes. Springer, Berlin 2014;247–81. O’Sullivan LA, Fuller KE, Thomas EM et al. Distribution and culturability of the uncultivated “AGG58 cluster” of the Bacteroidetes phylum in aquatic environments. FEMS Microbiol Ecol 2004;47:359–70. O’Sullivan LA. Fluviicola taffensis gen. nov., sp. nov., a novel freshwater bacterium of the family Cryomorphaceae in the phylum Bacteroidetes. Int J Syst Evol Microbiol 2005;55:2189–94. O’Sullivan P, Reynolds CS. The Lakes Handbook: Limnology and Limnetic Ecology. John Wiley & Sons, 2008. Padisák J. A Hídvégi-tó és a Fenéki-tó fitoplanktonjának összetétele és mennyisége 1993-1995-ben. In: Kis- Balaton Ankét, 1996. szeptember 9-11, Keszthely, Hungary. Padisák J, Borics G, Fehér G et al. Dominant species, functional assemblages and frequency of equilibrium phases in late summer phytoplankton assemblages in Hungarian small shallow lakes. Hydrobiologia 2003;502:157–68. Padisák J, Borics G, Grigorszky I et al. Use of phytoplankton assemblages for monitoring ecological status of lakes within the water framework directive: the assemblage index. Hydrobiologia 2006;553:1–14. Padisák J, Crossetti LO, Naselli-Flores L. Use and misuse in the application of the phytoplankton functional classification: a critical review with updates. Hydrobiologia 2008;621:1–19. Pankratov TA, Tindall BJ, Liesack W et al. Mucilaginibacter paludis gen. nov., sp. nov. and Mucilaginibacter gracilis sp. nov., pectin-, xylan- and laminarin-degrading members of the family Sphingobacteriaceae from acidic Sphagnum peat bog. Int J Syst Evol Microbiol 2007;57:2349–54. Pándi G, Magyari-Sáska Zs. 2007. Turismul la lacul Sfânta Ana Geografia în contextul dezvoltării contemporane (The tourism at the Saint Ana Lake. The geography in the context of contemporary evolution.). Presa Universitară Clujeană 2007;255-264 (in Romanian). Parte AC. LPSN-list of prokaryotic names with standing in nomenclature. Nucl Acids Res 2014;42:D613– D616 Pełechaty M, Pełechata A, Pukacz A et al. Interrelationships between macrophytes (including charophytes) and phytoplankton and the ecological state of lakes. Ecohydrol Hydrobiol 2006;6:79–88. Pernthaler J. Freshwater Microbial Communities. In: Rosenberg E, DeLong EF, Lory S, Stackebrandt E, Thompson F (eds) The Prokaryotes. Springer 2014; 97–112. Philippe A, Schaumann GE. Interactions of dissolved organic matter with natural and engineered inorganic colloids: a review. Environ Sci Technol 2014;48:8946–62. Pilbáth GA, Pál Z. Csomád-Bálványos Kistérség ökoturisztikai útmutató. Green Steps Könyvkiadó 2009. Pokorný J, Květ J. Aquatic Plants and Lake Ecosystems. In: O’Sullivan PE, Reynolds CS (eds.). The Lakes Handbook 2005;309–40. Prakash A, Rashid MA, Jensen A et al. Influence of humic substances on the growth of marine phytoplankton: Diatoms. Limnol Oceanogr 1973;18:516–24. Pruesse E, Peplies J, Glöckner FO. SINA: accurate high throughput multiple sequence alignment of ribosomal RNA genes. Bioinformatics 2012;28:1823–1829.

117

Puławska J, Kuzmanović N, Willems A et al. Pararhizobium polonicum sp. nov. isolated from tumors on stone fruit rootstocks. Syst Appl Microbiol 2016;39:164–9. Quan ZX, Bae HS, Baek JH et al. Rhizobium daejeonense sp. nov. isolated from a cyanide treatment bioreactor. Int J Syst Evol Microbiol 2005;55:2543–9. Quast C, Pruesse E, Yilmaz P et al. The SILVA ribosomal RNA gene database project: improved data processing and web-based tools. Nucleic Acids Res 2013;41:D590-D596. Rahman MS, Junaid M. Antimicrobial activity of leaf extracts of Eupatorium triplinerve Vehl. against some human pathogenic bacteria and phytopathogenic fungi. Bangladesh J Bot 2008;37. Ramírez-Bahena MH, García-Fraile P, Peix A et al. Revision of the taxonomic status of the species Rhizobium leguminosarum (Frank 1879) Frank 1889AL, Rhizobium phaseoli Dangeard 1926AL and Rhizobium trifolii Dangeard 1926AL. R. trifolii is a later synonym of R. leguminosarum. Reclassification of the strain R. leguminosarum DSM 30132 (= NCIMB 11478) as Rhizobium pisi sp. nov. Int J Syst Evol Microbiol 2008;58:2484–2490. Rastogi G, Sani RK. Molecular techniques to assess microbial community structure, function, and dynamics in the environment. Microbes Microbial Tech 2011;29–57. Rau JE, Blotevogel KH, Fischer U. Algoriphagus aquaeductus sp. nov., isolated from a freshwater pipe. Int J Syst Evol Microbiol 2012;62:675–82. Reynolds CS. What factors influence the species composition of phytoplankton in lakes of different trophic status? Phytoplankton and Trophic Gradients 1998;11–26. Reynolds CS, Huszar V, Kruk C et al. Towards a functional classification of the freshwater phytoplankton. J Plankton Res 2002;24:417–428. Reynolds CS. The Ecology of Phytoplankton. Cambridge University Press 2006. Rheinheimer G. Aquatic Microbiology. John Wiley & Sons 1980. Riley ET, Prepas EE. Comparison of the phosphorus–chlorophyll relationships in mixed and stratified lakes. Can J Fish Aquat Sci 1985;42:831–5. Román-Ponce B, Jing Zhang YJ, Vásquez-Murrieta MS et al. Rhizobium acidisoli sp. nov., isolated from root nodules of Phaseolus vulgaris in acid soils. Int J Syst Evol Microbiol 2016;66:398–406. Rosenberg E. 2013. The prokaryotes: prokaryotic communities and ecophysiology. (4th ed., DeLong EF, Lory S, Stackebrandt E, Thompson F (Eds.)). New York, USA: Springer, 2013. Rosselló-Móra R, Amann R. Past and future species definitions for Bacteria and Archaea. Syst Appl Microbiol 2015;38:209–16. Ruiz-González C, Niño-García JP, Lapierre JF et al. The quality of organic matter shapes the functional biogeography of bacterioplankton across boreal freshwater ecosystems. Global Ecol Biogeo 2015;24:1487–1498. Rusznyák A, Tóth EM, Schumann P et al. Cellulomonas phragmiteti sp. nov., a cellulolytic bacterium isolated from reed (Phragmites australis) periphyton in a shallow soda pond. Int J Syst Evol Microbiol 2011;61:1662–6. Saïdi S, Ramírez-Bahena MH, Santillana N et al. Rhizobium laguerreae sp. nov. nodulates Vicia faba on several continents. Int J Syst Evol Microbiol 2014;64:242–7. Salcher MM, Šimek K. Isolation and cultivation of planktonic freshwater microbes is essential for a comprehensive understanding of their ecology. Aquat Microb Ecol 2016;77:183–96. Salmaso N, Naselli‐Flores L, Padisák J. Functional classifications and their application in phytoplankton ecology. Freshw Biol 2015;60:603-619. Salmaso N, Albanese D, Capelli C et al. Diversity and cyclical seasonal transitions in the bacterial community in a large and deep perialpine lake. Microb Ecol 2017;76:125–43. Salter I, Galand PE, Fagervold SK et al. Seasonal dynamics of active SAR11 ecotypes in the oligotrophic Northwest Mediterranean Sea. ISME J 2015;9:347–60. Sangwan P, Chen X, Hugenholtz P et al. Chthoniobacter flavus gen. nov., sp. nov., the first pure-culture representative of subdivision two, Spartobacteria classis nov., of the phylum Verrucomicrobia. Appl Environ Microbiol 2004;70:5875–81. Scheffer M, Hosper SH, Meijer ML et al. Alternative equilibria in shallow lakes. Trends Ecol Evol 1993;8:275–9. Scheffer M, Rinaldi S, Gragnani A et al. On the Dominance of Filamentous Cyanobacteria in Shallow, Turbid Lakes. Ecology 1997;78:272. Scheffer M, Szabo S, Gragnani A et al. Floating plant dominance as a stable state. Proc Natl Acad Sci USA 2003;100:4040–5. Scheffer M. Ecology of Shallow Lakes. Springer Science & Business Media 2004. Scheffer M, van Nes EH. Shallow lakes theory revisited: various alternative regimes driven by climate, nutrients, depth and lake size. Shallow Lakes in a Changing World. Springer 2007;455–66.

118

Schloss PD, Westcott SL, Ryabin T et al. Introducing Mothur: open-source, platformindependent, community-supported software for describing and comparing microbial communities. Appl Env Microbiol 2009;75:7537–7541. Schloss PD, Gevers D, Westcott SL. Reducing the effects of PCR amplification and sequencing artifacts on 16S rRNA-based studies. PLoS One 2011;6:e27310. Sebestyén V, Németh J, Juzsakova T et al. Aquatic environmental assessment of Lake Balaton in the light of physical-chemical water parameters. Environ Sci Pollut Res Int 2017;24:25355–71. Shardendu, Ambasht RS. Relationship of nutrients in water with biomass and nutrient accumulation of submerged macrophytes of a tropical wetland. New Phytol 1991;117:493–500. Sheu SY, Huang HW, Young CC et al. Rhizobium alvei sp. nov., isolated from a freshwater river. Int J Syst Evol Microbiol 2015;65:472–8. Sheu SY, Chen ZH, Young CC et al. Rhizobium ipomoeae sp. nov., isolated from a water convolvulus field. Int J Syst Evol Microbiol 2016;66:1633–40. Sigee D. Fresh water microbiology. John Wiley & Sons 2004 Simon M, Azam F. Protein content and protein synthesis rates of planktonic marine bacteria. Mar Ecol Prog Ser 1989;51:201-213. Simon M, Grossart HP, Schweitzer B et al. Microbial ecology of organic aggregates in aquatic ecosystems. Aquat Microbiol Ecol 2002;28:175–211. Sinclair L, Osman OA, Bertilsson S et al. Microbial community composition and diversity via 16S rRNA gene amplicons: evaluating the Illumina platform. PLoS One 2015;10:e0116955. Smibert RM, Krieg NR. Phenotypic characterization (Gerhardt P, Murray RGE, Wood WA, Krieg NR (eds): Methods for General and Molecular Bacteriology). Washington, DC: American Society for Microbiology. 1994;607–654. Soares ARA, Kritzberg ES, Custelcean I et al. Bacterioplankton responses to increased organic carbon and nutrient loading in a boreal estuary - separate and interactive effects on growth and respiration. Microb Ecol 2017;76:144–55. Sobek S, Söderbäck B, Karlsson S et al. A carbon budget of a small humic lake: an example of the importance of lakes for organic matter cycling in boreal catchments. Ambio 2006;35:469–75. Sollins P, Homann P, Caldwell BA. Stabilization and destabilization of soil organic matter: mechanisms and controls. Geoderma 1996;74:65–105. Sommer U, Gliwicz ZM, Lampert W et al. PEG-model of seasonal succession of planktonic events in fresh waters. Arch Hydrobiol 1986;106:433-471. Somogyi S. Tavaink. In: Karátsony D (ed.). Pannon Enciklopédia, Magyarország Földje. Budapest: Kertek 2000 könyvkiadó 1997;250–1. Somogyi B, Felföldi T, Vanyovszki J, et al. Winter bloom of picoeukaryotes in Hungarian shallow turbid soda pans and the role of light and temperature. Aquat Ecol 2009;43:735-744. Somogyi B, Felföldi T, Dinka M et al. Periodic picophytoplankton predominance in a large, shallow alkaline lake (Lake Fertő, Neusiedlersee). Ann Limnol - Int J of Limn 2010;46:9–19. Somogyi B, Felföldi T, Solymosi K et al. Chloroparva pannonica gen. et sp. nov. (Trebouxiophyceae, Chlorophyta) - a new picoplanktonic green alga from a turbid, shallow soda pan. Phycologia 2011; 50, 1- 10. Søndergaard M, Moss B. Impact of submerged macrophytes on phytoplankton in shallow freshwater lakes. In: The structuring role of submerged macrophytes in lakes. Ecological studies, Springer 1998;115–32. Sorokin DY, Tourova TP, Kuznetsov BB et al. Roseinatronobacter thiooxidans gen. nov., sp. nov., a new alkaliphilic aerobic bacteriochlorophylla—containing bacterium isolated from a soda lake. Microbiology 2000;69:75–82. Sorokin DY, van Pelt S, Tourova TP et al. Nitriliruptor alkaliphilus gen. nov., sp. nov., a deep-lineage haloalkaliphilic actinobacterium from soda lakes capable of growth on aliphatic nitriles, and proposal of Nitriliruptoraceae fam. nov. and Nitriliruptorales ord. nov. Int J Syst Evol Microbiol 2009;59:248–53. Souffreau C, Van der Gucht K, van Gremberghe I et al. Environmental rather than spatial factors structure bacterioplankton communities in shallow lakes along a > 6000 km latitudinal gradient in South America. Environ Microbiol 2015;17:2336–51. Staley JT, Konopka A. Measurement of in situ activities of nonphotosynthetic microorganisms in aquatic and terrestrial habitats. Annu Rev Microbiol 1985;39:321–46. Steinberg CEW. Regulatory Impacts of Humic Substances in Lakes. In: The Lakes Handbook. O’Sullivan P, Reynolds CS (Eds), John Wiley & Sons 2005;1:153–96. Stevenson FJ. Humus chemistry: genesis, composition, reactions. John Wiley & Sons 1994. Stomp M, Huisman J, Stal LJ et al. Colorful niches of phototrophic microorganisms shaped by vibrations of the water molecule. ISME J 2007;1:271–82.

119

Subhash Y, Lee SS. Shinella curvata sp. nov., isolated from hydrocarbon-contaminated desert sands. Int J Syst Evol Microbiol 2016;66:3929–34. Sun L, Liu H, Chen W et al. Alsobacter soli sp. nov., a novel bacterium isolated from paddy soil, emended description of the genus Alsobacter and description of the family Alsobacteraceae fam. nov. Int J Syst Evol Microbiol 2018;68:3902-3907. Sümegi P, Szilágyi G. A Hortobágy új felszínfejlődési modellje és a szikesedés eredete. Acta Biol Debr Oecol Hung 2010;22:27-35. Sümegi P, Molnár M, Jakab G et al. Radiocarbon-dated paleoenvironmental changes on a lake and peat sediment sequence from the Central Great Hungarian Plain (Central Europe) during the last 25,000 Years. Radiocarbon 2011;53:85–97. Szabó A, Korponai K, Kerepesi C et al. Soda pans of the Pannonian steppe harbor unique bacterial communities adapted to multiple extreme conditions. Extremophiles 2017;21:639–49. Szuróczki S, Korponai K, Sári E et al. Planktonikus baktériumközösségek vizsgálata a Fertő vizében (nyílt víz, belső tó, nádas). Hidrol Közl 2017;97:40-47. Takeuchi M, Hamana K, Hiraishi A. Proposal of the genus Sphingomonas sensu stricto and three new genera, Sphingobium, Novosphingobium and Sphingopyxis, on the basis of phylogenetic and chemotaxonomic analyses. Int J Syst Evol Microbiol 2001;51:1405–17. Tamames J, Abellan JJ, Pignatelli M et al. Environmental distribution of prokaryotic taxa. BMC Microbiol 2010;10:85. Táncsics A, Máthé I, Benedek T et al. Rhodococcus sovatensis sp. nov., an actinomycete isolated from the hypersaline and heliothermal Lake Ursu. Int J Syst Evol Microbiol 2017;67:190–6. Tang X, Gao G, Qin B et al. Characterization of bacterial communities associated with organic aggregates in a large, shallow, eutrophic freshwater lake (Lake Taihu, China). Microb Ecol 2009;58:307–22. Tang X, Li L, Shao K et al. Pyrosequencing analysis of free-living and attached bacterial communities in Meiliang Bay, Lake Taihu, a large eutrophic shallow lake in China. Can J Microbiol 2015;61:22–31. Tarrand JJ, Gröschel DHM. Rapid, modified oxidase test for oxidase-variable bacterial isolates. J Clin Microbiol 1982;16:772–774. Timms RM, Moss B. Prevention of growth of potentially dense phytoplankton populations by zooplankton grazing, in the presence of zooplanktivorous fish, in a shallow wetland ecosystem. Limnol Oceanogr 1984;29:472–86. Tindall BJ, Rosselló-Móra R, Busse HJ et al. Notes on the characterization of prokaryote strains for taxonomic purposes. Int J Syst Evol Microbiol 2010;60:249–66. Tipping E, Cooke D. The effects of adsorbed humic substances on the surface charge of goethite (α-FeOOH) in freshwaters. Geochim Cosmochim Acta 1982;46:75–80. Tiquia SM. Metabolic diversity of the heterotrophic microorganisms and potential link to pollution of the Rouge River. Environ Pollut 2010;158:1435–43. Thurman EM. Aquatic humic substances. In: Organic geochemistry of natural waters. Springer 1985. Tóth K. Nemzeti park a Kiskunságban. Natura kiadó 1979;32–40. Tóth K. Tudományos kutatások a Kiskunsági Nemzeti Parkban 1975-1984. Hungexpo, Budapest 1985; 219. Tóth E, Vengring A, Homonnay ZG et al. Phreatobacter oligotrophus gen. nov., sp. nov., an alphaproteobacterium isolated from ultrapure water of the water purification system of a power plant. Int J Syst Evol Microbiol 2014;64:839–45. Tóth E, Szuróczki S, Kéki Zs et al. Gellertiella hungarica gen. nov., sp. nov., a novel bacterium of the family Rhizobiaceae isolated from a spa in Budapest. Int J Syst Evol Microbiol 2017;67:4565–71. Tranvik LJ. Availability of dissolved organic carbon for planktonic bacteria in oligotrophic lakes of differing humic content. Microb Ecol 1988;16:311-22. Urák I, Samu F, Máthé I et al. Arachnológia (Arachnida:Araneae) kutatások a Mohos tőzegmohalápban. Acta Siculica 2010;127–144. Utermöhl H. Zur Vervolkommnung der quantitativen phytoplankton methodik. Mitt Int Ver Theor Angew Limnol 1958;9: 1–38. van der Valk AG, Rhymer JM, Murkin HR. Flooding and the decomposition of litter of four emergent plant species in a prairie wetland. Wetlands 1991;11:1–16. V-Balogh K, Présing M, Vörös L et al. A study of the decomposition of reed (Phragmites australis) as a possible source of aquatic humic substances by measuring the natural abundance of stable carbon isotopes. Int Rev Hydrobiol 2006;91:15–28. V-Balogh K, Németh B, Vörös L. Specific attenuation coefficients of optically active substances and their contribution to the underwater ultraviolet and visible light climate in shallow lakes and ponds. Hydrobiol 2009;632: 91–105. Vadász C, Német Á, Karcza Z et al. Study on breeding site fidelity of Acrocephalus warblers in Central Hungary. Acta Zool Acad Sci Hung 2008a;54: 167-175.

120

Vadász C, Német Á, Biró C et al. The effect of reed cutting on the abundance and diversity of breeding passerines. Acta Zool Acad Sci Hung 2008b;54:177-188. Vinuesa P, Silva C, Werner D et al. Population genetics and phylogenetic inference in bacterial molecular systematics: the roles of migration and recombination in Bradyrhizobium species cohesion and delineation. Mol Phylogenet Evol 2005;34:29–54. Volk SL, Phinney HK. Mineral requirements for the growth of Anabaena spiroides in vitro. Can J Bot 1968;46:619–30. Vörös L. A fitoplankton és a hínárnövényzet elsődleges termelése a Kis-Balatonban [Primary production of phytoplankton and tangles in Kis-Balaton], MHT: XII: Orsz Vándorgy 1994. Vörös L, V-Balogh K, Boros E. Pikoplankton dominancia szikes tavakban. Hidrol Közl 2005;85: 166-168 Vörös L, Boros E, V-Balogh K et al. Szikes tavaink különleges élővilága és ökológiai rendszere. MHT. XXVII. Orsz Vándorgy 2009a. júl. 1-3. Előadás. Vörös L, Mózes A, Somogyi B. A five-year study of autotrophic winter picoplankton in Lake Balaton, Hungary. Aquat Ecol 2009b;43:727–34. Watson SW, Bock E, Harms H et al. Nitrifying bacteria. In Bergey’s Manual of Systematic Microbiology, ed. JT Staley, MP Bryant, N Pfennif, et al. Williams & Wilkins 1989;3:1808–34. Wang Y, Li H, Xing P et al. Contrasting patterns of free-living bacterioplankton diversity in macrophyte- dominated versus phytoplankton blooming regimes in Dianchi Lake, a shallow lake in China. Chin J Oceanol Limnol 2016;35:336–49. Webb HK, Ng HJ, Ivanova EP. The Family Methylocystaceae. In: Rosenberg E, DeLong EF, Lory S, Stackebrandt E, Thompson F (eds) The Prokaryotes. Springer, 2014;341–7. Wehr JD, Petersen J, Findlay S. Influence of Three Contrasting Detrital Carbon Sources on Planktonic Bacterial Metabolism in a Mesotrophic Lake. Microb Ecol 1999;37:23–35. Wehr JD, Sheath RG, Kociolek JP. Freshwater algae of North America: ecology and classification. Elsevier 2015. Wellburn AR. The spectral determination of chlorophylls a and b, as well as total carotenoids, using various solvents with spectrophotometers of different resolution. J Plant Physiol 1994;144:307–313. Wetzel RG, Hatcher PG, Bianchi TS. Natural photolysis by ultraviolet irradiance of recalcitrant dissolved organic matter to simple substrates for rapidbacterial metabolism. Limnol Oceanogr 1995;40:1369-1380. Wetzel RG. Limnology: Lake and River Ecosystems. Academic Press 2001. Whitman W, Goodfellow M, Kämpfer P et al. Bergey’s Manual of Systematic Bacteriology: Volume 5: The Actinobacteria. Springer Science & Business Media 2012. Willén E. Dominance patterns of planktonic algae in Swedish forest lakes. In: Naselli-Flores L, Padisák J, Dokulil MT (eds). Phytoplankton and equilibrium concept: the ecology of steady-state assemblages. Springer, Developments in Hydrobiology 2003,172: 315–24. Williamson CE, Dodds W, Kratz TK et al. Lakes and streams as sentinels of environmental change in terrestrial and atmospheric processes. Front Ecol Environ 2008;6:247–54. Williamson CE, Saros JE, Vincent WF et al. Lakes and reservoirs as sentinels, integrators, and regulators of climate change. Limnol Oceanogr 2009;54:2273–82. von Wintzingerode F, Göbel UB, Stackebrandt E. Determination of microbial diversity in environmental samples: pitfalls of PCR-based rRNA analysis. FEMS Microbiol Rev 1997;21:213–29. Woese CR, Fox GE. The phylogenetic structure of the prokaryotic domain: The primary kingdoms. Proc Natl Acad Sci USA 1977;74:5088-5090. Woese CR. Interpreting the universal phylogenetic tree. Proc Natl Acad Sci USA 2000;97:8742-8747. Wu QL, Zwart G, Wu J et al. Submersed macrophytes play a key role in structuring bacterioplankton community composition in the large, shallow, subtropical Taihu Lake, China. Environ Microbiol 2007;9:2765–74. Xie CH, Yokota A. Pleomorphomonas oryzae gen. nov., sp. nov., a nitrogen-fixing bacterium isolated from paddy soil of Oryza sativa. Int J Syst Evol Microbiol 2005;55:1233–1237. Xing P, Kong F. Intra-habitat heterogeneity of environmental factors regulating bacterioplankton community composition in Lake Taihu, China. Aquat Microb Ecol 2007;48:113–22. Yamamichi M, Kazama T, Tokita K et al. A shady phytoplankton paradox: when phytoplankton increases under low light. Proc Biol Sci 2018;285. Yamashita Y. In situ production of chromophoric dissolved organic matter in coastal environments. Geophys Res Lett 2004;31. Yang C, Li Y, Zhou B et al. Illumina sequencing-based analysis of free-living bacterial community dynamics during an Akashiwo sanguine bloom in Xiamen sea, China. Sci Rep 2015;5:8476. Yang C, Wang Q, Simon PN et al. Distinct network interactions in particle-associated and free-living bacterial communities during a Microcystis aeruginosa bloom in a Plateau lake. Front Microbiol 2017;8.

121

Yarza P, Yilmaz P, Pruesse E et al. Uniting the classification of cultured and uncultured bacteria and archaea using 16S rRNA gene sequences. Nat Rev Microbiol 2014;12:635–45. Yoon SH, Ha SM, Kwon S et al. Introducing EzBioCloud: A taxonomically united database of 16S rRNA and whole genome assemblies. Int J Syst Evol Microbiol 2017;67:1613–1617. Young JM, Kuykendall LD, Martínez-Romero E et al. A revision of Rhizobium Frank 1889, with an emended description of the genus, and the inclusion of all species of Agrobacterium Conn 1942 and Allorhizobium undicola de Lajudie et al. 1998 as new combinations: Rhizobium radiobacter, R. rhizogenes, R. rubi, R. undicola and R. vitis. Int J Syst Evol Microbiol 2001;51:89–103. Younis G, Awad A, Dawod RE et al. Antimicrobial activity of yeasts against some pathogenic bacteria. Veterinary World 2017;10:979–83. Zeder M, Peter S, Shabarova T et al. A small population of planktonic Flavobacteria with disproportionally high growth during the spring phytoplankton bloom in a prealpine lake. Environ Microbiol 2009;11:2676–86. Zeng J, Bian Y, Xing P et al. Macrophyte species drive the variation of bacterioplankton community composition in a shallow freshwater lake. Appl Environ Microbiol 2012;78:177–84. Zhang Y, van Dijk MA, Liu M et al. The contribution of phytoplankton degradation to chromophoric dissolved organic matter (CDOM) in eutrophic shallow lakes: field and experimental evidence. Water Res 2009;43:4685–97. Zhang RJ, Hou BC, Wang ET et al. Rhizobium tubonense sp. nov., isolated from root nodules of Oxytropis glabra. Int J Syst Evol Microbiol 2011;61:512–7. Zhang YJ, Zheng WT, Everall I et al. Rhizobium anhuiense sp. nov., isolated from effective nodules of Vicia faba and Pisum sativum. Int J Syst Evol Microbiol 2015;65:2960–7. Zhao DY, Liu P, Fang C et al. Submerged macrophytes modify bacterial community composition in sediments in a large, shallow, freshwater lake. Can J Microbiol 2013;59:237-244. Zwart G, Hiorns WD, Methé BA et al. Nearly identical 16S rRNA sequences recovered from lakes in North America and Europe indicate the existence of clades of globally distributed freshwater bacteria. Syst Appl Microbiol 1998;21: 546-556. Zwart G, Crump BC, Agterveld MPK et al. Typical freshwater bacteria: an analysis of available 16S rRNA gene sequences from plankton of lakes and rivers. Aquat Microb Ecol 2002;28:141–55.

122

13. Köszönetnyilvánítás

Elsősorban Dr. Felföldi Tamás, témavezetőmnek tartozom köszönettel, aki bevezetett a mikrobiális ökológiába, a pikoalgák molekuláris vizsgálatán keresztül, majd a doktori kutatásom során lehetőséget adott a terepi munkák, a klasszikus mikrobiológiai technikák, újgenerációs szekvenálás, illetve a filogenetikai módszerek megismerésére ill. elsajátítására. Kifogyhatatlan szakmai segítsége, bátorítása és bizalma nélkül mindez és a doktori kutatásom nem sikerülhetett volna. Szeretném megköszönni az ELTE Mikrobiológiai Tanszék egykori vezetőjének, Dr. Márialigeti Károlynak és a jelenlegi tanszékvezetőnek Dr. Tóth Erikának, hogy lehetőséget nyújtottak a doktori kutatásom elvégzésére, a tanszéki eszközök biztosításával. Köszönettel tartozok az ELTE Mikrobiológiai Tanszék valamennyi dolgozójának, köztük kiemelném Dr. Vajna Balázst, Dr. Nagymáté Zsuzsannát, Dr. Krett Gergelyt, Szabó Attilát és Balogh Lajosné Anikót, akik segítsége nélkül ez a disszertáció nem jöhetett volna létre. Külön köszönet illeti az MTA ÖK BLI munkatársait, köztük Dr. Vörös Lajost és Dr. Somogyi Boglárkát, akik bevezettek a limnológiai és terepi munkákba, és akikhez mindig fordulhattam hasznos szakmai segítségért. Szeretném hálámat kifejezni az erdélyi Sapientia Egyetem munkatársának, Dr. Máthé Istvánnak, akivel öröm volt a szakmai együttműködés. Hálás vagyok MTA TTK Fehérjeszerkezet kutatócsoport tagjainak, köztük elsősorban Prof. Simon István türelméért és megértéséért, amely nagyban hozzájárult a disszertációm elkészüléséhez. Köszönet illeti továbbá doktorandusz társaimat, Anda Dórát és Tugyi Nórát, akikkel egymást bátorítottuk doktori évek alatt, és azontúl. Köszönettel tartozok Kísérletes Növénybiológia Doktori Program vezetőjének Dr. Kovács M. Gábornak és a Doktori Iskola vezetőjének Prof. Erdei Annának, továbbá az Eötvös Loránd Tudományegyetemnek, hogy az ÚNKP ösztöndíjjal támogatták a disszertációm elkészülését. Végül, de nem utolsó sorban szeretnék köszönetet mondani családomnak, páromnak és barátaimnak, akik végtelen türelemmel, hősként viselték a doktori munkámhoz kapcsolódó élethelyzeteket.

123

ADATLAP

a doktori értekezés nyilvánosságra hozatalához*

I. A doktori értekezés adatai A szerző neve: Mentes Anikó MTMT-azonosító: 10044957 A doktori értekezés címe és alcíme: Bomló növényi anyagok dominálta sekély tavak összehasonlító mikrobiológiai elemzése

DOI-azonosító46: 10.15476/ELTE.2019.096 A doktori iskola neve: Biológia Doktori Iskola A doktori iskolán belüli doktori program neve: Kísérletes Növénybiológia Program A témavezető neve és tudományos fokozata: Dr. Felföldi Tamás A témavezető munkahelye: Eötvös Loránd Tudományegyetem, TTK Mikrobiológiai Tanszék II. Nyilatkozatok

1. A doktori értekezés szerzőjeként a) hozzájárulok, hogy a doktori fokozat megszerzését követően a doktori értekezésem és a tézisek nyilvánosságra kerüljenek az ELTE Digitális Intézményi Tudástárban. Felhatalmazom a Természettudományi kar Dékáni Hivatal Doktori, Habilitációs és Nemzetközi Ügyek Csoportjának ügyintézőjét, hogy az értekezést és a téziseket feltöltse az ELTE Digitális Intézményi Tudástárba, és ennek során kitöltse a feltöltéshez szükséges nyilatkozatokat. b) kérem, hogy a mellékelt kérelemben részletezett szabadalmi, illetőleg oltalmi bejelentés közzétételéig a doktori értekezést ne bocsássák nyilvánosságra az Egyetemi Könyvtárban és az ELTE Digitális Intézményi Tudástárban; c) kérem, hogy a nemzetbiztonsági okból minősített adatot tartalmazó doktori értekezést a minősítés (dátum)-ig tartó időtartama alatt ne bocsássák nyilvánosságra az Egyetemi Könyvtárban és az ELTE Digitális Intézményi Tudástárban; d) kérem, hogy a mű kiadására vonatkozó mellékelt kiadó szerződésre tekintettel a doktori értekezést a könyv megjelenéséig ne bocsássák nyilvánosságra az Egyetemi Könyvtárban, és az ELTE Digitális Intézményi Tudástárban csak a könyv bibliográfiai adatait tegyék közzé. Ha a könyv a fokozatszerzést követőn egy évig nem jelenik meg, hozzájárulok, hogy a doktori értekezésem és a tézisek nyilvánosságra kerüljenek az Egyetemi Könyvtárban és az ELTE Digitális Intézményi Tudástárban. 2. A doktori értekezés szerzőjeként kijelentem, hogy a) az ELTE Digitális Intézményi Tudástárba feltöltendő doktori értekezés és a tézisek saját eredeti, önálló szellemi munkám és legjobb tudomásom szerint nem sértem vele senki szerzői jogait; b) a doktori értekezés és a tézisek nyomtatott változatai és az elektronikus adathordozón benyújtott tartalmak (szöveg és ábrák) mindenben megegyeznek. 3. A doktori értekezés szerzőjeként hozzájárulok a doktori értekezés és a tézisek szövegének plágiumkereső adatbázisba helyezéséhez és plágiumellenőrző vizsgálatok lefuttatásához.

Kelt: Budapest, 2019. május 15.

…………………………………… a doktori értekezés szerzőjének aláírása

*ELTE SZMSZ SZMR 12. sz. melléklet