Peremeestaime, Veerežiimi Ja Mullaomaduste Mõju Pajuliste Ektomükoriisale

Tartu Ülikool Loodus- ja tehnoloogiateaduskond Ökoloogia- ja Maateaduste Instituut Botaanika osakond

Marit Mett PEREMEESTAIME, VEEREŽIIMI JA MULLAOMADUSTE MÕJU PAJULISTE EKTOMÜKORIISALE

Magistritöö

Juhendajad: Leho Tedersoo, PhD

Mohammad Bahram, PhD

Tartu 2013

Sisukord:

1. Sissejuhatus ...... 4 2. Ektomükoriisa ja tema levik maailmas ...... 8 2.1. Ektomükoriisa tunnused ...... 9 2.2. Ektomükoriisa funktsioon ...... 10 3. Sugukonna pajulised (Salicaceae) iseloomustus ...... 12 3.1. Perekond paju (Salix) ...... 12 3.1.1. Pajud ja mükoriisa ...... 15 3.2. Perekond pappel (Populus) ...... 17 3.2.1. Pappel ja mükoriisa ...... 17 3.3. Pajuliste ja mükoriisa roll suktsessioonis ...... 18 4. Materjal ja metoodika ...... 20 4.1. Proovide kogumine ...... 20 4.2. Proovide analüüs ...... 21 4.2.1. Molekulaarsed meetodid ...... 22 4.3. Mulla orgaanika ja reaktsiooni määramine ...... 24 4.4. Andmete statistiline analüüs ...... 25 5. Tulemused ...... 27 5.1. Ektomükoriissete juuretippude morfotüübid ...... 27 5.2. Juurte kolonisatsioon ...... 27 5.2.1. Kolonisatsiooni mõjutavad tegurid ...... 28 5.3. Liigiline mitmekesisus ...... 29 5.3.1. Liigirikkust mõjutavad tegurid ...... 31 5.4. Pajude ektomükoriisa kolonisatsioon ja liigirikkus ...... 32 5.4.1. Seenekoosluse struktuur ...... 33 6. Arutelu ...... 35

6.1. Juurte ektomükoriisne kolonisatsioon ...... 35 6.2. Pajuliste ektomükoriisaseente liigirikkus ...... 37 6.3. Mulla omaduste mõju pajuliste ektomükoriisale ...... 40 6.4. Peremeestaimede fülogeneetilised seosed ...... 43 7. Kokkuvõte ...... 45 8. Summary ...... 47 9. Tänuavaldused...... 49 10. Kasutatud kirjandus ...... 50 11. Lisad ...... 67 Lisa 1. Seeneliikide leidumine ja määramine ...... 67 Lisa 2. Proovialade andmed ...... 77 Lisa 3. Pildid ektomükoriisadest ...... 79

1. Sissejuhatus

Ektomükoriisa (EM) on maailmas üheks tähtsamaks mükoriisatüübiks. Enamik taimeliike on spetsialiseerunud ühte tüüpi mükoriisale, aga pajulised on tuntud oma võime poolest moodustada nii (vesikulaar)arbuskulaarset (AM) kui ka ektomükoriisat (Lodge 1989; Dhillion 1994; Van der Heijden ja Vosátka 1999; Van der Heijden 2001; Khasa et al. 2002; Hashimoto ja Higuchi 2003; Trowbridge ja Jumpponen 2004; Kittel 2007; Smith ja Read 2008; Sumorok et al. 2008). Arbuskulaarne mükoriisa on eelkõige oluline noortele taimedele. Aega- mööda asenduvad AM poolt koloniseeritud juured ektomükoriisaga (Lodge ja Wentworth 1990; Khasa et al. 2002; Beauchamp et al. 2006; Kittel 2007). Kui juuretipp on kaetud ektomükoriisa mantliga, siis arbuskulaarmükoriissed seened ei saa enam neid noori juuretippe koloniseerida. Kuna ektomükoriisa seenehüüfid on epidermaalses rakukihis saavad AM seened jääda esikoore rakkudesse (Chilvers 1987).

Perekonna pappel (Populus L.) esindajaid kohtab meil kõrgete haavikute või tänavaid ääristavate paplialleede näol. Paju (Salix L.) aga eelkõige pea kõikjal veekogude kallastel kasvava pajuvõsana, mis moodustab tihti kõrge ja läbipääsmatu tihniku. Tänu oma kiirele kasvule ning häiringute taluvusele on pajudel tähtis osa sekundaarses suktsessioonis (Kuzovkina ja Quigley 2005).

Pajulised on (Salicaceae Mirbel) laialt levinud pea kogu maailmas (Kuzovkina ja Quigley 2005; Judd et al. 2008). Nende edukuse taga seisavad kindlasti ka mükoriisaseened, kuna võimaldavad oligotroofsetes ja keerulistes keskkonnatingimustes toitaineid hankida (Kuzovkina ja Quigley 2005). Pajud ja

4 paplid omavad suurt rolli seisvaid ja vooluveekogusid ääristavates kooslustes (Schnitzler 1997; Paradi ja Baar 2006). Sellised pajuliste (ekto)mükoriisaseente koosluseid on siiski küllaltki vähe uuritud (Thormann et. al 1999; Hashimoto ja Higuchi 2003; Beauchamp et al. 2006; Paradi ja Baar 2006; Sumorok et al. 2008; Becerra et al. 2009). Liigniisketes muldades nii üleujutuste tingimustes kui püsivamatel märgaladel võib tekkida madalate lahustunud hapniku kontsentratsioonide tõttu hapnikuvaegus. Kuna EM seened on aeroobsed organismid ning ka peremeestaimed vajavad hapnikku, siis on mükoriisamoodustumine sellistes kasvukohtades pärsitud (Lodge 1989). Ektomükoriisaseened koloniseerivad eelkõige niiskemaid, kuid kiiresti kuivavaid muldi, aga AM seened meelsamini üleujutatud ning väga kuivi muldi (Lodge 1989).

Kasvavad fossiilsete kütuste hinnad ja energiavajadus ning eesmärk suurendada biokütuste osakaalu energiatarbimises on nõudlust puidu järgi oluliselt tõstnud. Lühiealine metsandus (ingl. k. Short Rotation Forestry, edaspidi energiavõsa), meil tuntud energiavõsa nime all (kasvuvormist tingitud nimi), muutub seega järjest populaarsemaks (Aronsson ja Perttu 2001). Pajuliste kiire vegetatiivne paljunemine ning juurdekasv annab eelkõige kloonide näol aegsasti piisavalt palju uurimismaterjali nii labori- kui ka välikatseteks. Seetõttu kasutatatakse nii energiakultuuridena kui ka uurimismaterjalina põhiliselt kiirekasvulisi paju- ja haavaliike ja nende hübriide (Baum et al. 2002). Kuna EM võib pajude biomassi olulisel määral tõsta (Van der Heijden 2001; Baum et al. 2009) on mitmetes ilmunud artiklites uuritud energiavõsa mükoriisakooslusi (Baum et al. 2002; Hrynkiewicz et al. 2010; Hrynkiewicz et al. 2012). Ka Eestis on taolisi katseid läbi viidud (Pütsepp et al. 2004). Seoses keskkonna saastekoormuse suurenemisega kasvab ka huvi pajuliste (eduka) kasutamise vastu bioremediatsioonis. AM seened näiteks suurendavad fosfori sidumist keskkonnast ning tõstavad taimede fosfori kasutamise efektiivsust; seega mükoriisaseened võimaldavad tõsta fütoremediatsiooni tõhusust (Fillion et al. 2011). Pajud suudavad kasvada ka raskemetallidega saastunud mullas ning olenemata suurtest kogustest akumuleerunud

5 raskemetallidest puuduvad neil stressi ilmingud. Saastunud mullas kasvanud pajude fotosünteetiliste pigmentide kontsentratsioon ei erine oluliselt minimaalse saastekoormusega mullas kasvanute omast (Regvar et al. 2010). Seepärast on ilmunud mitmeid artikleid pajuliste ning nendega seotud mükoriisaseente toimetulekust erineva saastetaseme ja toitainetesisaldusega muldades (Hrynkiewicz et al. 2008; Krapta et al. 2008; Regvar et al. 2010; Mrnka et al. 2012). Raagremmelgas (Salix caprea L.) on raskemetallide suhtes üheks kõige tolerantsemaks liigiks, kes kasvab edukalt ka endiste kaevanduste aladel. Raagremmelgas valitakse tihti ka uurimisobjektiks saastunud muldade puhul (Hrynkiewicz et al. 2008; Regvar et al. 2010). Mitme töö raames on püütud välja selgitada kumb mükoriisatüüp (pajuliste võime tõttu moodustada mitut tüüpi mükoriisat) võiks (keskkonnatingimustest sõltuvalt) taimele kasulikumaks osutuda (Lodge 1989; Van der Heijden 2001; Van der Heijden ja Kuyper 2001).

Looduslikest kooslustest on enim tähelepanu pälvinud alpiinses vööndis ja artktilises tundras kasvate madalate põõsaspajude mükoriisad (Dhillion 1994; Trowbridge ja Jumpponen 2004; Cripps ja Eddington 2005; Fujiyoshi et al. 2011; Ryberg et al. 2011). Samuti on käsitletud vulkaanilise piirkonna primaarsuktsessioonilisi ektomükoriisasid (Nara et al. 2003a, 2003b; Nara 2006a, 2006b; Obase et al. 2007). Enamus nendest töödest hõlmab poti- või välikatseid pistikutega ning selle raames uuritakse kindlaksmääratud keskkonnatingumuste (mulla omaduste) mõju üksikutele liikidele ja kloonidele. Leidub vähe töid, kuhu oleksid kaasatud üle kümne liigi mõlemast sugukonnast ja erinevaid looduslikke kooslusi. Näiteks Dhillion (1994) uuris boreaalsest metsast kuni alpiinse vööndini kasvava üheksa pajuliigi AM ja EM liigirikkust ning ka endofüütide esinemist. Arvatakse, et EM kolonisatsioon on määratud suuresti puu liigi poolt. Kuid keskkonnatingimused, nagu mulla omadused, mõjutavad samuti EM moodustumist ja arengut (Pütsepp et al. 2004; Smith ja Read 2008). Eelkõige mulla toitainete sisaldus ja pH väärtus võivad olulisel määral ektomükoriisset kolonisatsiooni mõjutada (Jones et al. 1990; Baum et al. 2002; Van der Heijden ja Vosatka 1999; Smith ja Read 2008). Mulla omaduste ja genotüübi mõju

6 mükoriisale on uuritud näiteks paplite puhul (Gehring et al. 2006; Karlinski et al. 2010). Käesolev magistritöö püüab anda ülevaate pajulistega seotud ektomükoriisaseentest ning neid mõjutavatest mulla omadustest. Peamine huvi on veerežiimil ehk kasvukoha perioodilisel üleujutusel EM-le, kuna selliseid häiringuid ei suuda paljud liigid taluda (Parádi ja Baar 2006). Valimisse võeti mitmetest liikidest pajusid ja papleid erinevatest kooslustest, mis erinesid nii mulla omadustelt kui ka veerežiimilt. Käesoleva magistritöö eesmärgid on järgmised:

anda ülevaade Eestis kasvavate pajudega seotud ektomükoriisakooslustest ja liigirikkusest. võrrelda pajude ja Eestis kasvavate paplite ektomükoriisset kolonisatsiooni ja liigirikkust. tuvastada, kas liigniisketes tingimustes kaotavad pajud ektomükoriissuse? kas mulla veerežiimil on mõju pajuliste ektomükoriisale: kolonisatsioonile ja liigilisele mitmekesisusele? kas pajuliste ektomükoriisat mõjutavad ka teised mulla omadused nagu pH, lõimis (mulla osakesed) ja mulla orgaanilise aine sisaldus? kas puu kasvuvorm võiks avaldada mõju pajuliste EM seenekooslusele? kas fülogeneetiline ja ruumiline distants on olulised pajuliste EM seenekooslusele?

Saadud tulemused täiendavad loodetavasti suhteliselt väheseid andmeid pajuliste ektomükoriisaseente kooslustest looduslikes kooslustes. Annavad ülevaate Eestis kasvavate pajulistega seonduvate sümbiontsete seente liigirikkusest ning seda mõjutavatest teguritest.

2. Ektomükoriisa ja tema levik maailmas

Mükoriisa ja ektomükoriisne sümbioos kirjeldati ning defineeriti esmakordselt saksa teadlase Albert Franki poolt 1880-ndatel (Tedersoo et al. 2010). Mükoriisa kui vastastikku kasulik ehk mutualistlik sümbioos taimejuure ja seene vahel. Ektomükoriisne eluviis on tõestatud 162 seene perekonnas ning on evolutsioonis tekkinud iseseisvalt vähemalt 66 korral. Mükoriisaseente eelkäijateks peetakse põhiliselt huumuse- ja mullasaproobe (Malloch 1987; Tedersoo et al. 2010). Ökoloogiliste ja taksonoomiliste uurimuste põhjal hinnatakse, et 86% maismaataimedest on mükoriissed (Brundrett 2009). Mükoriissetest taimeliikidest, mida on hinnanguliselt 200 000-400 000, hõlmab ektomükoriisa vaid 2% (Scotland ja Wortley 2003; Brundrett 2009). Ektomükoriisat moodustab ligikaudu 6000 taimeliiki 145 perekonnast ja 26 sugukonnast; nendest umbes 5600 on õistaime ja 285 paljasseemnetaime liiki (Brundrett 2009). Maailmas hinnatakse Rinaldi et al. (2008) andmetel ektomükoriissete seeneliikide arvuks 20 000- 25 000 liiki, mis moodustab hinnangulise seeneliikide koguarvu seast (1,5 miljonit) tühised 0,5-0,7 % (Hawksworth 2001). Asjaolu, et seened koosnevad pehmetest kudedest pole neid kivististes eriti säilinud. Esimesed fossiilsed leiud pärinevad 50 miljoni aasta tagusest ajast ühelt männiliigilt, mille tegelik vanus arvatakse olevat umbes 130-135 miljonit aastat (Wang ja Qiu 2006; Smith ja Read 2008). Vanimate pajuliste fossiilide (Pseudosalix) vanust hinnatakse vähemalt 48 miljonile aastale (Bell et al. 2010).

Põhilisteks peremeestaimedeks on sellised ökoloogiliselt ja majanduslikult tähtsate sugukondade nagu männilised (Pinaceae), pöögilised (Fagaceae), lõunapöögilised (Nothofagaceae), pärnalised (Tiliaceae), kaselised (Betulaceae),

8 mürdilised (Myrtaceae), kaksiktiibviljalised (Dipterocarpaceae) ja tsesalpiinilised (Caesalpiniaceae) esindajad (Wang ja Qiu 2006; Brundrett 2009). Pajulised (Salicaceae), roosõielised (Rosaceae) ja perekond lepp (Alnus) moodustavad lisaks ektomükoriisale ka arbuskulaarset mükoriisat. Enamik nendest puuliikidest võivad seonduda sadade seeneliikidega. Üksikud perekonnad on spetsiifilisemad (näiteks Alnus). Seentest on mõned liigid võimelised sümbioosi moodustama kõikide ektomükoriisat moodustavate taimedega, teised ainult üksikute taimeperekondade või liikidega. Kõik nimetatud sugukondadesse kuuluvad liigid on olulisteks metsamaade või metsade kujundajateks. Sageli on nad dominandid põhjapoolkera boreaalsetes, vahemerelistes ja parasvöötme metsades (Smith ja Read 2008). Lisaks moodustavad EM veel ka näiteks neotroopikas (Lõuna- ja Kesk-Ameerikas) ja troopilistes vihmametsades (Aafrikas, Indias, Indo-Malaisias ja Austraalias) olulistest taimesugukondadest nagu vastaklehikulised (Gnetaceae), kirburohulised (Polygonaceae), liblikõileised (Fabaceae) ja imelillelised (Nyctaginaceae) pärit puittaimedega (Alexander ja Lee 2005; Moyersoen 2012). Ektomükoriisaseened kuuluvad peamiselt kandseente (Basidiomycota) aga vahel, ka kottseente (Ascomycota) ning harva ikkesseente (Zygomycetes) hõimkonda. Kõige enam pärineb ektomükoriisaseeni seltsidest Pezizales, Agaricales, Helotiales, Boletales ja Cantharellales (Rinaldi et al. 2008; Tedersoo et al. 2010). Erinevalt teistest mükoriisatüüpidest paljunevad enamik ektomükoriisaseeni sugulisel teel ja moodustavad tihti makroskoopilisi (silmaga nähtavaid) viljakehi (Brundrett 2004).

2.1. Ektomükoriisa tunnused

Ektomükoriisa peamisteks tunnusteks on seene ja taime poolt moodustatud ühisorganid. Nendeks on seenmantel ümber taime juurte, ekstramatrikaalne mütseel ja juurerakkude vahel paiknev tihe diferentseerunud seenehüüfide kogumik ehk Hartigi võrgustik. Oluline erinevus teistest mükoriisatüüpidest on see, et seenehüüfid ei tungi juurerakkudesse sisse, vaid jäävad nende vahele

(Wang ja Qiu 2006). Sümbioosi põhiorganid jäävad liigiti oma olemuselt samaks; varieeruvad kudede värv, suurus, tihedus ja vorm. Enamasti võib seenmantlit, mis eristab taimejuure pinna ümbritsevast keskkonnast, ka palja silmaga näha (Tagu et al. 2002). Mantli iseloomulik värvus, morfoloogia ning struktuur on abiks liikide ja morfotüüpide määramisel (Smith ja Read 2008). Seenmantel kujutab endast paksu seenehüüfidest kihti ümber taime juurte, mis talitlevad nii vahelao, kui ka kontrollkeskusena mullas paikneva seeneniidistiku ning Hartigi võrgustiku vahel. Sinna salvestuvad toitained, mis liiguvad läbi võrgustiku taime ja vahendatakse süsivesikuid taimest niidistikku (Nehls et al. 2007). Mantlist saab alguse ka juureväline tugevalt harunev ja laiuv seeneniidistik ülesandega mullast toitaineid ning vett ammutada. Nende ammendumisel saab juurest kaugemale kasvada ning uusi toitainete ja vee varusid otsida. Juurevälisest mütseelist moodustuvad näiteks seene viljakehad, lisaks ka hüüfimatid toitaineterikastes kohtades (Tagu et al. 2002). Mullas paikneb ektomükoriisa tavaliselt mulla pindmistes kihtides, eriti aga toitainete-rikkas kõdukihis (Read 1991). Saprotroofsed seened asuvad peamiselt alla nelja aasta vanuses varisekihis ja EM seened nendest allpool rohkem lagunenud kõdus ja huumuses (Lindahl et al. 2007). Taime juure kasvades kasvab ka seeneniidistik temaga kaasa, seega ektomükoriisa uueneb juure tipu suunas. Ektomükoriissete juurte eluiga on küllaltki pikk, ulatudes ühest kuust kuue aastani (Smith ja Read 2008).

2.2. Ektomükoriisa funktsioon

Ektomükoriisa ülesandeks on parandada taime toitainete kättesaadavust. Kuid lisaks suurendab EM ka taimede põuataluvust ning akumuleerib saastunud mullast raskemetalle. Kõige olulisemaks (limiteerivaks) toitaineks mullas peetakse fosforit (P), mis on väheliikuv ning taimedel (puudel) on raskusi orgaanilistest

ühenditest toitainete kättesaamisega. Lämmastik (N) on teiseks väga tähtsaks elemendiks, mida vajatakse suures koguses. Seened on võimelised omastama nii orgaanilist kui ka mineraalset lämmastikku (Richard et al. 2005; Smith ja Read 2008). Peale makroelementide on taimedele eluliselt olulised mikroelemendid nagu kaalium (K), magneesium (Mg), kaltsium (Ca) jt., mille hankimisel seensümbiont mängib olulist rolli (Smith ja Read 2008). Varem arvati (Brundrett 2004), et osa ektomükoriisaseeni on säilitanud evolutsiooniliselt mõningal määral saprotroofilised võimed ning suudavad raskel perioodil nii ennast kui ka taimsümbionti süsiniku ja toitainetega varustada. Tänapäevaste saprotroofide ja EM seente genoomide võrdlemisel aga ilmnesid erinevused peamiselt piirkondades, mis kontrollivad toitainete kasutamist ja transporti ning soosivad ektomükoriisa puhul mutualistlikku eluviisi (Plett ja Martin 2011). Kuid Tricholoma matsutake (S. Ito & S. Imai) Singer. (männiheinik) puhul leiti, et liik on võimeline kasutama hemitselluloosi ainsa süsinikuallikana. Kuigi seen elab peamiselt EM sümbiondina peaks ta olema võimeline toituma ka saprotroofina (Vaario et al. 2012).

Seened saavad taimelt umbes 30% fotosünteesi produktidest, nendeks süsinikühenditeks on näiteks lahustuvad suhkrud, karboksüülhapped ja aminohapped (Nehls et al. 2007). Enamus ektomükoriisseid seeni on generalistid ning nad võivad mutualistlikes suhetes olla eri liiki taimedega. Mükoriisad, mis ühendavad eriliigiliste taimede juuri, moodustavad mükoriisavõrgustikke (Richard et al. 2005). Võrgustike kaudu võivad toimuda taimedevahelised toitainete ülekanded. Seente kõrge liigiline mitmekesisus on kujunenud tänu mullaomaduste suurele varieerumisele ning aitab tagada ökosüsteemide stabiilsuse. Sümbiootilise kooselu tulemusena suudavad nii taim-, kui ka seensümbiont asustada elupaiku, mida nad üksi poleks võimelised tegema (Courty et al. 2010).

3. Sugukonna pajulised (Salicaceae) iseloomustus

Pajulised (Salicaceae) on sugukond õistaimi, mis kuulub kaheiduleheliste seltsi malpiigialaadsed (Malpighiales). Sugukond pajulised s.l. sisaldab 58 perekonda ja ligikaudu 1210 liiki. Sugukonna suurimaks on nimiperekond paju (Salix L.) hinnanguliselt 450 liigiga (APG II 2003; Judd et al. 2008). Kõige rohkem (275) leidub pajuliike Hiinas (Fang et al. 1999). Pajuliste hulka kuuluvad kiirekasvulised puud ja põõsad, mida leidub põhiliselt parasvöötmes, aga ka troopikas ning artktilistes regioonides. Neid iseloomustavad vahelduvad lihtlehed, mille ääred võivad olla hambulised ning näärmelised (Judd et al. 2008).

Sõsarperekonnad paju (Salix) ja pappel (Populus) lahknesid 60-65 miljonit aastat tagasi (Tuskan et al. 2006). Fülogeneetilised suhted sugukonnas on veel segased. Molekulaarsete andmete põhjal on selge, et perekonnad paju ja pappel moodustavad koos monofüleetilise rühma (Chase et al. 2002).

Pajuliste sugukonna mükoriissust võib iseloomustada järgmiselt: 15% AM, 49% EM, 34% AM+EM ja 2% ektendomükoriisne (Wang ja Qiu 2006). Paju (sh. perekond Chosenia) ja pappel on ainukesed perekonnad pajuliste sugukonnast, kes moodustavad ektomükoriisat (Wang ja Qiu 2006; Smith ja Read 2008; Brundrett 2009).

3.1. Perekond paju (Salix)

Pajud on kiirekasvulised puuliigid ning on nii primaarses (Nara et al. 2003a, 2003b; Nara 2006a, 2006b; Obase et al. 2007) kui ka sekundaarses suktsessioonis

12 esmased ektomükoriissed puittaimedest asustajad (Kuzovkina ja Quigley 2005). Peamiselt kasvavad parasvöötme niisketes kasvukohtades. Pajud on kahekojalised tuul- ja putuktolmlejad puud ja põõsad. Varakevadel õitsevad liigid on tuultolmlejad (kuna tolmeldajad puuduvad), ent suve algul õitsevad pajud on putuktolmlejad. Perekonna iseloomulikeks tunnusteks on kaenlapungad, mis on kaetud kokkukasvanud soomustega. Lehed on sulgroogsed lihtlehed üsna lühikese rootsuga ja asetsevad okstel spiraalselt. Pajudel esinevad ka abilehed, mis varisevad harilikult varakult. Külpungadest arenevad püstised või rippuvad õisikud ehk urvad. Õitsemine toimub enne või samal ajal lehistumisega. Viljaks on kupar, kus asuvad arvukad väikesed lendkarvadega seemned (Krall ja Viljasoo 1965). Tänu oma redutseerunud õie ehitusele ei paku need pajude süstemaatiliseks uurimusteks olulisi morfoloogilisi tunnuseid (Azuma et al. 2000).

Pajud varieeruvad kasvukujult: roomavatest kääbuspõõsastest suurte puudeni. Väga sageli moodustavad nad jõgede ja järvede kallastel kõrgetest põõsastest või põõsaspuudest tihnikuid. Looduslike kasvukohtade järgi jaotavad Heljo Krall ja Linda Viljasoo (1965) Eestis esinevad pajuliigid nelja rühma: 1) jõgede ja järvede kallastel, 2) soodes ja soometsades, 3) aruniitudel ja –metsades ning kraavikallastel, 4) liivikutel ja luiteliivadel kasvavad pajud. Valdavalt on pajud hästi kohastunud anoksilistele tingimustele (Aronsson ja Perttu 2001). Osa liike eelistab arvatavasti kasvamiseks orgaanilisele kasvusubstraadile mineraalmulda (Kuzovkina ja Quigley 2005). Pajude näol on tegemist taksonoomiliselt ning fülogeneetiliselt keerulise perekonnaga. Kuna pajud annavad kergesti liikidevahelisi hübriide, siis muudab see liikide piirid ebaselgeks ja toob kaasa ka perekonnasiseseid fülogeneetilisi vastuolusid. Lisaks esineb paljudel liikidel genotüübilist polümorfismi (polüploidsust) ning fenotüübilisi variatsioone (vorme ja vahepealseid tunnuseid) (Skvortsov 1999; Chen et al. 2010; Hardig et al. 2010). Pajude morfoloogilised tunnused on plastilised ning suuresti ökoloogiast, keskkonnatingimustest ja aastaajast sõltuvad (Maassoumi 2009).

Pajude perekonna jaotust alamperekondadeks on käsitletud erinevate autorite poolt vastandlikult ning see sõltub eelkõige piirkonnast, kus uurija poolt käsitletud pajud kasvavad. Näiteks Skvortsov (1999) jaotab endise Nõukogude Liidu territooriumil kasvavad pajuliigid kolme alamperekonda Salix, Vetrix (sün. Caprisalix) ja Chamaetia. Argus (2007) leiab et, Põhja-Ameerika ja Põhja- Mehhiko pajud jagunevad viide alamperekonda (Protitea, Salix, Longifoliae, Chamaetia ja Vetrix). Oashi (2000) liigitas Jaapani pajud aga nelja alamperekonda Salix, Chamaetia, Vetrix ja Urbanianae. Nende erivate käsitluste liikide jaotus alamperekondadesse Salix ja Vetrix suuresti kattuvad, erinevused seisnevad põhiliselt alamperekondades asuvate liikide sektsioonidesse jaotamises. Molekulaarsete andmete (s.h. kloroplasti geenid) põhjal tehtud fülogeneetilised analüüsid näitavad, et perekond Salix moodustab monofüleetilise rühma, kuhu kuuluvad ka perekonnad Chosenia ja Toisusu (Azuma et al. 2000; Chen et al. 2010; Hardig et al. 2010). Arvatakse, et pajud (Salix) pärinevad soojast lõunapoolkera subtroopikast ja parasvöötmest, eelkõige Lõuna-Ameerikast ning laienesid sealt külmematesse regioonidesse Euraasiasse ja Põhja-Ameerikasse (Skvortsov 1999; Ohashi 2000; Abdollahzadeh et al. 2011). Alamperekonna Salix kohta aga võib oletada laialdasemat levikut peamiselt põhjapoolkera kaudu (Chen et al. 2010)

Eestis kasvab 21 liiki ja 2 alamliiki pajusid, mis kuuluvad põhiliselt kahte alamperekonda Salix ja Vetrix/Caprisalix (Leht et al. 2007). Erandiks on mustikpaju (Salix myrtilloides L.), kes on ainsana alamperekonnast Chamaetia (Reier 2006). Aluseks on Skvortsovi (1999) klassifikatsioon, kes jaotas pajud kolme alamperekonda: Salix, Vetrix ja Chamaetia. Skvortsovi (1999) klassifikatsiooni järgib ka antud töö. Molekulaarsete andmete põhjal koostatud fülogeneesipuude järgi jaguneb perekond Salix kahte klaadi (Azuma et al. 2000; Chen et al. 2010; Hardig et al. 2010) ning traditsiooniliselt morfoloogiliste tunnuste alusel jaotatud alamperkonnad peale Longifoliae ei ole monofüleetilised (Azuma et al. 2000; Chen et al. 2010; Hardig et al. 2010; Abdollahzadeh et al. 2011). Lisaks on täheldatud vesipaju (Salix triandra L.) paiknemist omaette rühmana (Chen et al. 2010; Abdollahzadeh et al. 2011) ning et tšiili remmelgas

(S. humboldtiana Willd.) on sõsartakson ülejäänud pajudele (Abdollahzadeh et al. 2011).

3.1.1. Pajud ja mükoriisa

Enamik pajuliike on ektomükoriissed, aga paljud liigid moodustavad lisaks ka arbuskulaarmükoriisat (Wang ja Qiu 2006). Valdav osa töödest uurib siiski AM või EM eraldi (Wang ja Qiu 2006). Suurema osa juurtest koloniseerivad EM seened ning AM osakaal ei ole suurel osal juhtudest suurem kui 10% või jääb isegi alla selle (Van der Heijden ja Vosatka 1999; Van der Heijden 2001; Trowbridge ja Jumpponen 2004). Arbuskulaarmükoriisa eeliseks on taime kiire fosforiga varustamine ja ektomükoriisaseened võimaldavad orgaanilistest lämmastikühenditest toitaineid kätte saada (Lodge 1989; Van der Heijden ja Kuyper 2003). Kuigi valdavalt on pajude seensümbiondid generalistid (Nara 2006b), leidub ka pajulistele spetsiifilisemaid liike. Cortinarius pauperculus J. Favre on seotud ainult perekonna paju liikidega esinedes nii arktilistes-alpiinsetes ökosüsteemides ning ranniku luidetel (Arnolds and Kuyper 1995). C. trivialis J. Lange (rõngasjalg-vöödik) assotseerub nii pajude, paplite kui ka tammedega (Aanen ja Kuyper 1999). Lactarius controversus (Pers.:Fr.) (roosa riisikas) on sage sümbiont paplitel ning ka hanepajul (Van der Heijden ja Kuyper 2003). Paxillus validus Ch. Hahn Fr. eelistab kasvada koos nii pärnadega kui ka pajulistega (Hahn ja Agerer 1999). Tihti on pajude ja ka paplitega seotud just perekonna Hebeloma liigid (Boyle et al. 2006). Ka viljakehi moodustavad enamjaolt Hebeloma liigid (Parádi ja Baar 2006; Sumorok et al. 2008; Regvar et al. 2010). Näiteks Van der Heijden et al. (1999) leidsid hanepaju alt koguni 78 liigi ektomükoriisaseente viljakehi. Ja Nara et al. (2003) Mount Fuji vulkaanilist kõrbe koloniseeriva pajuga (Salix reinii Fr. & Sav.) 23 liigist EM seente viljakehi.

Ektomükoriissete suhete puhul päädib kolonisatsioon seene poolt tavaliselt peenjuurte tippudega (Smith ja Read 2008). Pajude puhul võib aga täheldada kolonisatsiooni ka eemal juuretippudest, puitumata teist ja kolmandat järku

15 peenjuurtel (Jones et al. 1990; Van der Heijden ja Vosatka 1999). Pajudega seotud ektomükoriissete seente ekstramatrikaalne mütseel kasvab puhaskultuuris keskmiselt 3 mm ööpäevas (Jones et al. 1990). Pärast 12 nädalat savises, väetatud ja steriliseeritud madala pH (5,2) väärtusega mullas kasvamist oli vitspaju (S. viminalis L.) pistikutel ekstramatrikaalse mütseeli pikkus Laccaria proxima (Boud.) Pat. (hiidrupik) puhul 289 meetrit/meetri juure kohta ja liigil Thelephora terrestris Ehrh. (harilik lehternahkis) 303m/m (Jones et al. 1990). Kasvuperioodi alguses võivad taimed maa-alustesse organitesse 2,5 korda rohkem süsinikku eraldada ja saada kolm korda rohkem fosforit, kui nende mittemükorriissed liigikaaslased (mükoriisa moodsutamise tulu ja kulu). Seega on C kulu säilitamaks toitaineid imavaid struktuure kasvu alguses kõige väiksem (Jones et al. 1991).

Peale AM ja EM seente on taimede juured koloniseeritud ka juure-endofüütide poolt. Kirjanduses tuntud kui melaniseeritud rakukestaga (tumedad) ning rakuvaheseintega juure-endofüüdid (inglise k. dark septate endophytes ehk DSE) on koniide moodustavad või steriilsed kottseened. Tegemist on ökoloogiliselt ja funktsionaalselt väga mitmekesise seenerühmaga, mida leidub kõikides maismaa bioomides. Nende peremeestaimi on leitud nii mükoriisamoodustajate kui ka mittemükoriissete taimede hulgast. Pajuliste juurtest on leitud 16 DSE liiki (Jumpponen ja Trappe 1998). Pajud on orhidoidse mükoriisa abil seotud ka müko-heterotroofsete orhideedega. Kõdukoralljuur (Corallorhiza trifida Châtel.) näiteks omastab hanepajult (Salix repens ) ühise seeneniidistiku kaudu süsinikku kasutades selleks sugukonna Thelephoraceae esindajaid (McKendrik et al. 2000a,b). Seenlill (Monotropa hypopitys L.) hangib ka kõik toitained mükoriisa kaudu. Autotroofideks antud assotsatsioonides on muude metsapuude hulgas ka hanepaju ja raagremmelgas (Salix caprea L.) ning seensümbiondiks pajudel esinevad ektomükoriissed heinikuliigid (Tricholoma spp.) (McKendrik et al. 2000a).

3.2. Perekond pappel (Populus)

Perekond pappel (Populus) on sugukonna üks väikseim perekond 35 kiirekasvulise puuliigiga. Paplid on evolutsioonis kaotanud kahesugulised õied ning tolmlevad tuule abil. Nende õied on koondunud rippuvatesse urbadesse, mis ilmuvad varakevadel enne lehistumist. Viljaks on kupar, kus asuvad arvukad väikesed lendkarvadega seemned, mis levivad tuule ja vee abil (Judd et al. 2008). Eestis kasvab looduslikult üks liik – harilik haab (Populus tremula L.). Põhiliselt nelja liiki kasvatatakse kultuuris: hõbepappel ehk hõbehaab (P. alba L.), palsamipappel (P. balsamifera L.), berliini pappel (P. x berolinensis C. Koch) ja lõhnav pappel (P. suaveolens Fisch) (Leht et al. 2007). Paplitelt saadakse puitu ja biomassi nii paberitööstuse kui ka energia tarbeks ning neid kasutatakse kõrghaljastuses (Judd et al. 2008).

3.2.1. Pappel ja mükoriisa

Paplite ektomükoriisa eripäraks on Hartigi võrgustiku struktuur. Enamikel katteseemnetaimedel on epidermaalne Hartigi võrgustik – seenehüüfid tungivad juure rakkude vahele ainult epidermaalses rakukihis. Epidermaalse võrgustiku puhul eristatakse kahte tüüpi: 1) enamlevinud para-epidermaalne tüüp, kus epidermi rakk on osaliselt ümbritsetud seenehüüfidest ja 2) peri-epidermaalne tüüp, mille korral on epidermi rakk tervenisti seenehüüfidest ümbritsetud. Hariliku haava (P. tremuloides) puhul leidsid Godbout ja Fortin (1985), et teatud keskkonnatingimustel ning vanuse kasvades võib para-epidermaalsest Hartigi võrgustikust areneda peri-epidermaalne. Paljasseemnetaimedel aga ulatub Hartigi võrgustik epidermisest kaugemale ning hüüfid ümbritsevad rakke isegi mõnes esikoore rakukihis. Sellist esikoore rakkudesse ulatuvat võrgu tüüpi on aeg- ajalt

17 leitud ka paplitelt, mis aga tavaliselt ei tungi nii sügavate rakukihtideni. Ka pajudelt on leitud mõlemat tüüpi Hartigi võrgustikku (Becerra et al. 2009).

Kõik paplid ei pruugi mükoriisaseente kolonisatsioonile postiivselt reageerida. Näiteks Fremonti papli (P. fremontii S. Wats) seemikutel ei esinenud positiivset juurdekasvu ega elumuse suurenemist. Sealjuures AM kolonisatsioon (57%) oli tunduvalt kõrgem kui EM (13,5%) (Beauchamp et al. 2005). Paplite kolonisatsioon AM seente poolt on tavaliselt kõrgem kui pajude – üle 20% (Khasa et al. 2002; Gehring et al. 2006).

3.3. Pajuliste ja mükoriisa roll suktsessioonis

Primaarset suktsessiooni, saab tänapäeval jälgida veel vulkaanilistes piirkondades ja liustike sulamisel vabanenud maal. Üheks selliseks näiteks on Mount Fuji Jaapanis, mille 1500-1600m kõrguseid nõlvu katab kuni kümne meetri paksune vulkaanilise tuha kiht. Nõlvu katab hajus taimestik, kus põõsaspaju (Salix reinii) on ektomükoriisne pioneerliik. Esimesteks juurte koloniseerijateks antud piirkonnas on Laccria laccata (Scop.) Cooke (lakkrupik), L. amethystina (Cooke Rea) (ametüstrupik) ja Inocybe lacera (Fr.) P. Kumm. (liiv-narmasnutt), kellele lisanduvad hiljem liigid perekondadest Hebeloma (Fr.) P. Kumm. (hebel), Cortinarius (Pers.) Gray (vöödik) ja Russula Pers. (pilvik). Tähelepanuväärne on asjaolu, et siin ei toimunud EM seeneliikide asendumist teistega ega kadumist nagu see toimub sekundaarse suktsessiooni puhul. Ilma mükoriisata taimed aga ei suuda rasketele oludele (talv) vastu pidada (Nara et al. 2003a). Taimede biomassi, lämmmastiku ja fosfori sisaldust tõstavad vulkaanilises piirkonnas kõige efektiivsemalt I. lacera, H. leucosarx ja Russula sororia Fr. (Nara 2006a).

Paplite ja pajude plastiline omadus moodustada nii AM kui ka EM võimaldab neil olla esimesi puuliike, kes ilmuvad AM kõrrelistest ja rohunditest koosnevatesse kooslustesse ning püsida seal ka siis, kui enamik lämmastikust mullas on orgaanilises vormis või ammooniumioonina (Smith ja Read 2008). Tänu kaksik-

18 mükoriissusele on hanepaju (S. repens) võimeline asustama aluselisi luiteid ning oma varisega mulda happelisemaks muutes ning suktsessiooniprotsesse kiirendades soodustama (uute) EM liikide kasvamist ja lisandumist (Van der Heijden 2001).

4. Materjal ja metoodika

4.1. Proovide kogumine

Antud töös kasutatud proovid koguti üle Eesti, hõlmates nii Lõuna-, Kesk- kui ka Lääne-Eestit. Suurem osa proovialadest jäi siiski Tartumaa piiresse (31-st proovialast 11). Proovivõtukohad valiti mitmetest erinevat tüüpi kasvukohtadest, et valimis oleksid esindatud nii liigniisked, kui ka kuivad mullad. Veerežiimi hinnati oletatava üleujutuse järgi kuudes. Mulla lõimiselt on proovides kruusa, liiva, savi ja ka turbasisaldusega mullad, et tagada mullaomaduste varieeruvust.

Pajud, mille alt proovid koguti, valiti võimalusel kaugel teistest ektomükoriisat moodustavatest puuliikidest nagu kask, haab, lepp ja kuusk. Seda selleks, et vältida teiste puude juurte sattumist proovi ning juurte vale määrangut (seda eriti kase puhul, mille juured on paju juurtega väga sarnased). Paju liike valiti põhimõttel, et enam-vähem võrdselt oleksid esindatud mõlemad alamperekonnad Salix ja Caprisalix (Leht et al. 2007), puukujulised ning põõsana kasvavad pajud. Mükoriisakoosluste võrdlemiseks ja fülogeneetilise erinevuse suurendamiseks lisati valimisse perekonna Populus viis Eestis kasvavat liiki. Kokku koguti proove 23-lt paju ja kaheksalt perekonna pappel isendilt.

Proovid (mõõdutega 15x15x10cm) võeti umbes meetri kaugusel tüvest 1,5-2 meetriste vahedega, kasutades labidat või nuga. Igalt puult või põõsalt koguti kolm proovi, et saada küllaltki väikese valimi juures piisavalt andmeid statistiliste analüüside teostamiseks ning vaadata ka väikeseskaalalist liigirikkust. Liigid määrati kasutades määrjaid „Eesti taimede määraja“ (Leht et al. 2007), „Eestis

20 kasvavad pajud“ (Krall ja Viljasoo 1965) ja „Puude ja põõsate määraja“ (Henno 1963). Puuliigid, millelt proove koguti on välja toodud Lisas 2 .

Mulla reaksiooni ja orgaanilise aine sisalduse määramiseks eraldati ja kuivatati igast proovist umbes 50 grammi mulda. Fülogeneetilise distantsi määramiseks kasutati kahe kloroplasti geeni originaaljärjestust. Selle jaoks eraldatati ning sekveneeriti iga puu ühelt mükoriisselt juuretipult DNA ning saadi kloroplasti trnH ja psbA geenide järjestused kiiresti evolutsioneeruvas lookuses. Lisaks sekveneeriti ka pajuliste ITS järjstused, mis aga ebaõnnestusid ning seega jäeti edasistest analüüsidest välja. Ruumilise distantsi jaoks kasutati proovialade geograafilisi koordinaate. Mulla lõimis määratleti statistilise analüüsi tarbeks mullaosakeste suuruseks, kus kruus kõige suurema ja savi ning turvas kõige väiksema väärtusega.

4.2. Proovide analüüs

Liigne muld eraldati juurte ümbert ning juured pesti hoolikalt, proovides juuretippe mitte kahjustada. Juuri vaadeldi Carl Zeiss Stemi 2000-CS stereomikroskoobi all 10-50 kordse suurenduse juures veega täidetud Petri tassis. Proovide vaatamise käigus hinnati koloniseeritud juurte osakaalu ning eristati erinevad seenmantli morfotüübid. Neid kirjeldati lühidalt ning lisati ka hinnang osakaalule kogu juurte kolonisatsioonist. Ektomükoriissed juuretipud jaotati morfotüüpideks seenmantli värvuse, tekstuuri ning tsüstiidide, risomorfide ja juurevälise mütseeli esinenemise või puudumise põhjal. Igast morfotüübist säilitati kuni 10 juuretippu DNA analüüsideks CTAB puhvris (1% tsetüültrimetüülammooniumbromiid, 100mM Tris–HCl (pH 8.0), 1.4M NaCl, ja 20mM EDTA- etüleendiamiintetraäädikhape). Kokku analüüsiti 220 juuretippude morfotüüpi pajudelt ja 137 paplitelt. Fotod ektomükoriisadest (lisa 3 foto 1-4) tehti kasutades programmi AxioVision (Carl Zeiss Microscopy GmbH, Saksamaa) 50x suurenduse juures.

4.2.1. Molekulaarsed meetodid

DNA eraldati kuni kolmelt ektomükoriisselt juuretipult morfotüübi kohta proovis. DNA eraldamine viidi läbi kasutades kitti „DNeasy 96 Plant Kit” (Qiagen, Crawley, UK) järgides tootja poolt antud instruktsioone. Tulemusena saadi eraldatud ja puhastatud DNA, mis läks edasi PCR analüüsimisele. Liikide eristamise läveks oli 98% ITS (Internal Transcribed Spacer) nukleotiidide järjestuste sarnasus. ITS piirkonna näol on tegemist mitte-kodeeriva ribosomaalse DNA (rDNA) osaga. ITS regioon sisaldab kahte mitte-kodeerivat piirkonda, mis asuvad rDNA-d kodeerivate geenide (väike subühik 5.8S, 18S ja suur subühik 28S) vahel. Kokku moodustavad nad rDNA-d kodeeriva operoni, mida leidub kromosoomis paljudes kordustes. Kuna kogu ITS regioon on tavaliselt 600-800bp (aluspaari) pikk, saab seda edukalt universaalsete praimeritega amplifitseerida ning seda isegi väikeste ja väga lagunenud DNA proovide puhul. Seepärast ongi ITS järjestused kujunenud üheks peamiseks seente molekulaarse identifitseerimise vahendiks (Gardes ja Bruns 1993; Schoch et al. 2012). Polümeraasne ahelreaktsioon (PCR) toimus praimerite kombinatsiooniga ITSOF- T + LB-W + LR3-Pez, mis selektiivselt amplifitseerib nii kandseeni kui ka kottseeni seltsist Pezizales, mis on kõige liigirikkamad EM seente rühmad maailmas. Alternatiivne PCR (kui esmane ebaõnnestus) tehti praimeritega ITSOF- T ja ITS4. Kolmas PCR (ka teise ebaõnnestumise korral) toimus praimeritega 58SF ja ITS4. Kehvade sekventside puhul (alla 50%) kasutati spetsiifilisi praimereid kitsastele seenerühmadele: ITS4-Tom, ITS4-Russ, ITS4-Seb, ITS4- Clav, ITS4-Sord. Taime DNA järjestused määrati praimeritega trnH + psbA (plastiidi trnH intron) ning atpF + rbcL (plastiidi rbcL intron). Kasutatud praimerite järjestused on välja toodud tabelis 1.

Tabel 1. PCR-s kasutatud praimerite järjestused.

Praimer Järjestus ´5-3´ Sihtrühm

ITS0F-T ACTTGGTCATTTAGAGGAAGT seened

LB-W CTTTTCATCTTTCCCTCACGG Kandseened (Basidiomycota)

LR3-Pez CWTCRGGATCGGTCGATGG- Pezizales ja Lecanoromycetes

ITS4 TCCTCCGCTTATTGATATGC universaalne

58SF ATGCATCGATGAAGAACGC seened

ITS4-Tom AACTCGGACGACCAGAGGCA Tomentella

ITS4- AGCGGGTAGTCTCACCC Russulaceae Russ

ITS4-Seb TCAGCGGGTARTCCTACTC Sebacina

ITS4-Clav GGTAGTCCCACCTGATTC Clavulina ja Cantharellus

ITS4-Sord CCCGTTCCAGGGAACTC Sordariomycetes trnH CGCGCATGGTGGATTCACAATCC taime kloroplasti trnH geen psbA GTTATGCATGAACGTAATGCTC taime kloroplasti psbA geen (kodeerib PSII D1 valku) atpF GAAGTAGTAGGATTGATTCTC atpB-rbcL ATPaasi beeta-subühiku geen rbcL CCCTACAACTCATGAATTAAG atpB-rbcL RuBisCO suure subühiku geen

PCR sisaldas 5 µl 5x HOT FIREPol Blend Mastermix Ready to Load segu (Solis Biodyne, Tartu, Eesti), 3 µl DNA-d, 0.5 µl igat 20 µmol/ml praimerit ja 16 µl destilleeritud vett. PCR reaktsiooni tingimused olid järgnevad: DNA ahelate denatureerimine 15 min 95 °C juures. Praimerite seondumine DNA ahelatega ja DNA süntees 35 tsüklit 95 ° C 30 sekundit, 55 ° C 30 sekundit, 72 ° C üks minut ja viimane tsükkel (lõplik elongatsioon) 10 minutit 72 ° C.

PCR produktid eraldati geelelektroforeesil 1,5% agaroosi geelil. Produkt puhastati kasutades Exo-Sap ensüüme (Sigma, St. Louis, MO, USA), et eemaldada PCR- analüüsis kasutamata jäänud PCR-praimerid ning desoksüribonukleotiidid. Sekveneerimiseks (DNA primaarstruktuuri määramiseks) saadeti puhastatud PCR-produktid Korea firmasse Macrogen Hollandis. Sekveneerimisreaktsioon viidi läbi praimeriga ITS5. Sekventside kvaliteedikontroll, parandamine ja kontiigide moodustamine toimus programmi Sequencher 4.10 (GeneCodes Corp., Ann Arbor, MI, USA) abil. Kõik erinevate liikide nukleotiidide järjestused igalt taimeisendilt sisestati PlutoF töökeskkonda (Abarenkov et al. 2010). Liigid määrati kasutades UNITE ja INSD (International Nucleotide Sequence Databases) töölaual PlutoF. Seeneliigid eristati 98% ITS2 piirkonna sarnasuse põhjal (Tedersoo et al. 2006), et vältida lähedalt suguluses olevate taksonite ühendamist. DNA järjestuste võrdlemiseks ja määramiseks kasutati algoritmi BLAST (Basic Local Alignment Search Tool). Tulemusena saadud ektomükoriissete seeneliikide varasemat leidmist pajudelt või paplitelt vaadati üle kõik vähemalt 97% sarnased vasted ITS2 järjestusele kasutades samuti algoritmi BLAST.

4.3. Mulla orgaanika ja reaktsiooni määramine

Mulla orgaanika määramiseks kuumutati proove kolm tundi 450 ˚C juures. Põlenud orgaanika arvutati enne ja pärast kuumutamist kaalutud proovide

24 kaaluvahest (proovi kadunud mulla protsent). Igast mullaproovist eraldati keskmiselt 5,7g mulda orgaanika määramiseks. Mulla reaktsiooni ehk pH määramiseks kasutati Mettler Toledo Seven Go pH-meetrit (Mettler-Toledo AG, Schwerzenbach, Šveits). Mulla pH mõõdeti mullalahusest suhtega 1:1, mille valmistamiseks kasutati 20 ml destilleeritud vett (pH=7,49) ja 20 ml kuiva mulda. Kahe proovi jaoks kasutati 2:1 suhet (20 ml vett ja 10 ml mulda), kuna need sisaldasid väheses koguses mulda. Mulla pH mõõdetuna lahusest suhtega 2:1 on umbes kuni 0,1 pH ühikut kõrgem suhtest 1:1 (Sikora ja Kissel 2010). Antud juhul ei korrigeeritud tulemusi. Mulla orgaanika ja pH määramiseks kasutati Tartu Ülikooli Ökoloogia- ja Maateaduste Instituudi Geoloogia osakonna mullasedimentoloogia laborit Chemicumis.

4.4. Andmete statistiline analüüs

Fülogeneetiliste suhete väljaselgitamiseks kasutati suurima tõepära meetodit (Maximum Likelihood) nagu on rakendatud RAxML 7.2.8 (Stamatakis et al. 2008), lisades GTR + Gamma evolutsioonilise mudeli ning kahe kloroplasti geeni andmeid koos 100 kingapaela (bootstrap) meetodil saadud geenipuuga. Selleks, et saada nn ultrameetrilisi puid hindamaks erinevate klaadide evolutisooni, imporditi suurimate tõenäosustega geenipuude harude pikkused statistikaprogrammi R Ape paketti (Paradis et al. 2004; R Core Development Team 2012). Kuna pajuliste molekulaarsetel andmetel põhinevaid uuringuid polnud kättesaadaval, hoiduti fülogeneesipuude sõlmede edasisest kasutamisest, et vältida lisanduvaid vigu andmetes. Seega tulenesid edasised analüüsid ultrameetriliste puude poolt pakutavast suhtelisest fülogeneetilisest distantsist. Nende puude põhjal arvutati paaridega patristilised distantsimaatriksid.

Ruumilise autokorrelatsiooni hindamiseks koostati geograafiliste koordinaatide põhjal Eukleidiline distantsimaatriks. Selleks, et leida autokorrelatsiooni fülogeneetilistest ja distantsimaatriksitest kasutati Moran´i ja Mantel testi. Kuna mõlema testi tulemuste põhjal ei osutunud ruumiline autokorrelatsioon

25 statistiliselt oluliseks, siis jäeti see edasistest analüüsidest välja. Fülogeneetiline distants see-eest oli statistiliselt oluline kõigil juhtudel. Selleks, et edaspidi testida ja hinnata peremeestaime fülogeneetiliste suhete mõju, kasutati programmi R Vegan paketti (Oksanen et al. 2012) ning moodustati fülogeneetilistest kaugusmaatrikisitest fülogeneetilised PCNM omaväärtusvekorid (Diniz-Filho et al. 1998; Desdevises et al. 2003; ingl. k. Principal Coordinates of Neighbour Matrices eigenvectors: Borcard & Legendre 2002). Fülogeneetilised PCNM omaväärtusvektorid on kõik multidimensionaalses ruumis ristuvad ja näitavad fülogeneetilisi suhteid lõplikes andmetes erinevate taksonoomiliste tasemete puhul (Diniz-Filho et al. 1998). Edasisteks analüüsideks valiti Packfor pakett (Dray et al. 2009), kuhu kaasati statistiliselt olulised vektorid. Väikeseskaalalist liigirikkust (sagedust) näitab leitud seeneliikide arv iga puu kohta kogutud kolmest juureproovist. Parimad üldised vähimruutude mudelid (ingl. k. General Least Squares models; GLS) kasutades Akaike parandatud informatsioonikriteeriumit (ingl. k. Akaike Corrected Information Criterion; AICc). Olulised fülogeneetilised omaväärtusvektorid, üleujutuse kestus, puu kasvuvorm, mulla pH, orgaanilise aine sisaldus ja mulla osakeste suurus (savi, liivsavi, liiv, kruus) lisati sõltumatute väärtustena, et leida parimad mudelid selgitamaks EM kolonisatsiooni ja liigirikkust. Lisaks sooritati ka analüüs kasutades peremeestaime liiki fiktiivmuutujana, et leida iga liigi efekti ilma liikidevahelisi fülogeneetilisi suhteid arvestamata. Selleks, et kindlaks teha nende andmete mõju EM seente koosluse struktuurile genereeriti koosluse Hellinger´i distantsimaatriks ‒ transformeeritud liikide sagedus ja binaarne liikide esinemise andmestik. Saadud andmeid kasutati programmi R Vegan paketis ADONIS funktsioonis mitmefaktoriliste mudelite koostamiseks. Samaaegselt koostati ka ordinatsioonanalüüs meetodil mittemeetriline multidimensionaalne skaleerimine (Global Nonmetric Multidimensional Scaling; GNMDS), mis demonstreerib pajude EM seenekoosluse struktuuri kahe- või paljumõõtmelises ruumis. Analüüsi kaasati statistiliselt olulised faktorid funktsiooni envfit abil. Mõlema analüüsi puhul kasutati Bray-Curtis distantsiindeksit 1000 permutatsiooniga. Joonised (1-4) tehti programmi Statistica 9.1. (StatSoft Inc. Oklahoma, USA) abil.

5. Tulemused

5.1. Ektomükoriissete juuretippude morfotüübid

Pajude juurtelt eristati kesmiselt 3,6 (standardhälve (σ)=1,5) morfotüüpi proovi kohta, paplite juurtelt aga 5,5 (σ=1,3). Üksteist kuud vee all olevalt hõberemmelgalt (S. alba) ei leitud ühtegi ektomükoriisset juuretippu. Kokku leiti pajude juurtelt 220 morfotüüpi ning paplitelt 137.

5.2. Juurte kolonisatsioon

Juurte keskmine kolonisatsioon oli 33,1%. Pajude juured olid keskmiselt koloniseeritud 25,0%, varieerudes 8,7%-st (välja arvatud 0% vees kasvav Salix alba) kuni 42,5% -ni puul (Salix daphnoides), mis kasvas ilma üleujutusteta liivasel mullal. Paplite keskmine kolonisatsioon oli aga 55,4%, vastavalt miinimum 31,7% palsamipaplil (Populus balsamifera) ja maksimum 88,3% harilikul haaval (joonis 1). Pajude keskmine kolonisatsioon oli oluliselt madalam kui perekonnal pappel (t1,28=-5,26; P<0,001).

Joonis 1. Puu juurte keskmised kolonisatsioonid paplil ja pajul.

5.2.1. Kolonisatsiooni mõjutavad tegurid

Parima mudeli valiku tulemused:kõige suurem mõju juurte kolonisatsioonile on fülogeneetilisel distantsil. Mida kaugemad puud fülogeneetiliselt on seda suurem kolonisatsiooni erinevus (tabel 2). Näiteks paplite juurtel on kolonisatsioon tunduvalt kõrgem kui pajudel ning Populus tremula juurtel kõrgem, kui teisel neljal papliliigil. Kõrge mulla pH väärtus mõjub kolonisatsioonile negatiivselt, aga suuremad mullaosakesed positiivselt.

Tabel 2. Mullaomaduste ja fülogeneetilise distantsi mõju kolonisatsioonile.

t-väärtus P-väärtus mullaosakesed 2.79 0.009 pH -2.29 0.030 PCNM V1 6.34 <0.001 PCNM V4 2.51 0.019 PCNM V6 2.91 0.007

5.3. Liigiline mitmekesisus

Pajuliste juurtelt eraldati kokku 129 liiki 98% ITS järjestuste sarnasuse alusel. Viie morfotüübi DNA eraldamine ebaõnnestus. Tõenäoliselt kaks nendest on lisaliigid proovile ning kolm lisaliigid nii proovile kui ka alale. Eraldatud liikidest määrati 2 seltsi, 10 sugukonna, 84 perekonna tasemeni ja 33 liigini (lisa1). Üks morfotüüp esindas mitmel (12) korral rohkem kui ühte liiki. Ainult pajudelt leiti kokku 60 liiki, paplitelt 50 ja ühiseid liike kõigest 19 (14,7% kõikidest liikidest). Seega pajudel 79 ja paplitel 69 liiki. Eraldatud liikide ITS-järjestused ja leiukoha andmed asuvad UNITE andmebaasis koodide all UDB008785- UDB009000, UDB005018, UDB005020, UDB005025, UDB005026, UDB005030, UDB005031, UDB005109, UDB005145, UDB005175, UDB005210 ja UDB005248. DNA järjestused on saadetud ka geenipanka INSD.

ITS-2 järjestuste vähemalt 97% sarnasuse alusel tehtud päringu andmetel UNITE (UNITE + INSD) andmebaasi kasutades on 40 liiki varem leitud paplitelt (P. tremula, Populus sp.) ja pajudelt (S. caprea, S. herbacea, S. humboltiana, S. polaris, S. reticulata, Salix sp.) sealhulgas 18 paplitelt ja 10 liiki pajudelt ning 12 mõlemalt. Paplite juurtel esines keskmiselt 10 ja pajudel 6 liiki (joonis 2). Pajude maksimaalne liigirikkus oli 15 liiki, mis on üllatavalt kahe võrra kõrgem paplite 13 liigist.

Joonis 2. Pajude ja paplite liigirikkuse võrdlus.

Kõige rohkem olid levinud Genabea fragilis 1(lisa 3 foto 1), Cenococcum sp. ja Cortinarius alnetorum (lisa 3 foto 2) kaheksal puul 31-st ning Tomentella sp. 3 seitsmel. Pajudel oli sagedasemateks liikideks veel Sordariales sp. 1, Tuber sp. 3 ja Genabea fragilis 2 viiel korral. Sealjuures kõik need liigid ja ka Genabea fragilis 1 ja Tomentella sp. 3 koloniseerisid ainult paju juuri. Paplitel see-eest Cortinarius alnetorum viiel puul ning kolmel Cenococcum sp. ja Tomentella sp. 9. Viimane nimelt pärines ainult paplite juuretippudelt. EM sümbiondina leiti esmakordselt ka kaks Parascutellinia liiki (lisa 3 foto 3).

Tervelt 82 liiki (63,4%) oli seotud ainult ühe puuga ning leiti ühest proovist. Seene sugukondadest ja perekondadest esines kõige rohkem Thelephoraceae (Tomentella-Thelephora) 32,6% (42 liiki) (lisa 3 foto 4) ning Inocybaceae (Inocybe) 17 liigiga. Enamlevinud sugukondade liigid moodustavad 45,8% kõikidest liikidest. Järgnevad perekonnad Tuber üheksa, Hebeloma ja Cortinarius kuue liigiga (kokku 16,4%).

5.3.1. Liigirikkust mõjutavad tegurid

Liigirikkust mõjutavateks olulisteks teguriteks parima mudeli valiku tulemusena on kasvuvorm, mullaosakesed ja fülogeneetiline distants (tabel 3). Puukujulistel pajulistel on rohkem liike, kui põõsasjatel. Suuremad mullaosakesed mõjuvad liigirikkusele positiivselt.

Tabel 3. Liigirikkust mõjutavad tegurid.

t-väärtus P-väärtus kasvuvorm 2.16 0.039 mullaosakesed 3.13 0.004 PCNM 1 3.11 0.004

Statistiliselt kõige olulisem tunnus aga on veerežiim(t1,29=-4,00, P<0,001). Pikem üleujutuse kestus mõjub liigirikkusele negatiivselt. Veerežiim e. ülejutuse aeg kuudes seletab ära 35,6 kogu liigilisest varieeruvusest pajuliste liigirikkuses ning korreleerub sellega negatiivselt r=-0,60 (joonis 3).

Joonis 3. Üleujutuse mõju pajuliste liigirikkusele. Ringid tähistavad pajuliste isendeid.

Võrreldes koos kolonisatsiooni ja liigirikkust on näha et, nende vahel esineb korrelatsioon r= 0,59 (joonis 4). Mõlemad mõjutavad ja sõltuvad teineteisest ning määravad ära 34,4% üksteise varieeruvusest. Kõrgema kolonisatsiooni korral on ka rohkem liike.

Joonis 4. Kolonisatsiooni ja liigirikkuse regressioon. Ringid tähistavad pajuliste isendeid.

5.4. Pajude ektomükoriisa kolonisatsioon ja liigirikkus

Antud töö põhieesmärk oli uurida Eestis kasvavate pajude ektomükoriisat ning seda mõjutavaid mulla omadusi. Selle tarbeks tehti statistilised analüüsid jättes välja papleid puudutavad andmed. Parima mudeli valiku tulemusena ei osutunud pajude kolonisatsiooni puhul ükski tegur statistiliselt oluliseks. Pajude EM liigirikkust mõjutavatest teguritest osutusid statistiliselt oluliseks mulla veerežiim ja mullaosakeste suurus (tabel 4).

Tabel 4. Pajude liigirikkust mõjutavad tegurid.

t-väärtus P-väärtus veerežiim -3.09 0.006 mullaosakesed 2.23 0.037

5.4.1. Seenekoosluse struktuur

Pajude seenekooslus mõjutavad oluliselt peremeestaimede fülogeneetiline distants, mulla pH ja veerežiim. Statistiliselt olulised mulla omadused ning fülogeneetiline distants seletavad ära ainult 21,4% kogu koosluse varieeruvusest (tabel 5). Tundmatute faktorite kanda jääb aga tervelt 64,3% seenekoosluse sisesest varieeruvusest.

Tabel 5. Pajude seenekoosluse mõjutegurid.

Vab. Ruutude F- R2 P- astmed summa väärtus väärtus

PCNM V1 1 0.73 1.84 0.079 0.010 pH 1 0.66 1.68 0.072 0.010

veerežiim 1 0.58 1.48 0.063 0.049

mullaosakesed 1 0.56 1.40 0.060 0.064

kasvuvorm 1 0.40 1.01 0.043 0.456

Log 1 0.37 0.94 0.040 0.570 orgaanika jäägid 15 5.93 0.643

Pajude seenekoosluse GNMDS ordinatsioonis on statistiliselt olulised tunnusvektorid pH ja fülogeneetiline distants. Mulla reaktsioon ja fülogeneetiline distants koos määravad ära tervelt 68,1% seenekoosluse struktuurist (tabel 6).

Antud tulemusi illustreerib koosluse ordinatsioon (joonis 5) tunnuste suhtelisest mõjust koosluse srtuktuurile.

Tabel 6. Uuritud tunnuste suhteline mõju koosluse struktuurile.

Telg X1 Telg X2 R2 P-väärtus pH -0.92 0.39 0.319 0.006 PCNM -0.25 -0.97 0.362 0.016 veerežiim -0.08 -1.00 0.080 0.344 Log orgaanika 0.98 0.20 0.067 0.406 mullaosakesed -0.83 -0.56 0.021 0.762 kasvuvorm -0.09 -1.00 0.003 0.962

Joonis 4. Koosluse ordinatsioon (GNMDS): uuritud tunnuste suhteline mõju pajude seenekoosluse struktuurile. Ringid tähistavad pajuliste isendeid.

6. Arutelu

6.1. Juurte ektomükoriisne kolonisatsioon

Pajuliste seenekooslused erinevad tunduvalt oma liigirikkuse ja kolonisatsiooni poolest. See tuleneb ka asjaolust, et pajulised kasvavad edukalt nii liigniisketes kui ka väga kuivades ning isegi saastunud kasvukohtades (Kuzovkina ja Quigley 2005). Siiski võib täheldada paplite juurte oluliselt kõrgmat koloniseeritust kui pajudel (Hrynkiewicz et al. 2010). Antud magistritöö näitel on paplite juurte keskmine EM kolonisatsioon kaks korda kõrgem (55,4%) kui pajudel (25,0%). Suuri erinevusi leidus ka paju ja papli rühmade sees, millele viitavad fülogeneesi omaväärtusvektorid ja nende olulisus mudelites.

Magistritöö tulemustega sarnased madalad paju juurte kolonisatsioonid leidsid näiteks Baum et al. (2002) kümne aasta vanustes vitspaju istandustes, kus EM kolonisatsioon oli alla 30%-di. Endises hõbedakaevanduses kasvanud raagremmelgal varieerus kolonisatsioon 3-36% (Hrynkiewicz et al. 2008) ning üheksal Norras kasvaval pajuliigil (boreaalsest alpiinseni) 10-44% (Dhillion 1994). Näiteks ka taanduva liustiku (Lyman`i liustik, USA) ees kasvavatel põõsaspajudel koloniseerivad ektomükoriisaseened 25% juuretippudest (Trowbridge ja Jumpponen 2004). Sarnaseid papli EM kolonisatsioone on samuti täheldatud. Näiteks karvaseviljalise papli (Populus deltoides Torr. & A.Gray) ja Populus trichocarpa ristandite kolonisatsioon varieerus 39% kuni 68% (Tagu et al. 2001). Väetatud lühiealises papli istanduses olid P. trichocarpa juured 26-73% ja P. tremula L. x tremuloides Michx. (hübriidhaab) juured 41-82% ulatuses ektomükoriissed (Baum ja Makeschin 2000). Viieaastases kloonide istanduses aga varieerus kolonisatsioon

35-st kuni 90%-ni (Khasa et al. 2002). Kallaspapli (P. deltoides Marshall) juurte keskmine kolonisatsioon EM seente poolt oli 48% (Shah 2006). Ahtalehise papli (Populus angustifolia James) ja tema looduslike hübriidide EM juurte osakaaluks leiti lausa 65-94% (Gehring et al. 2006). P. trichocarpa EM kolonisatsioon oli 45% ning tema hübriididel koos kallaspapliga 47% (Labbé et al. 2011). Kirjanduses on valdavalt aga pajude ektomükoriissset kolonisatsiooni oluliselt kõrgemaks hinnatud. Tulemuste erinevus tuleneb arvatavasti eelkõige kolonisatsioonide hindamise metoodikate erinevusest käesoleva töö omast. Põhiliselt kasutatakse kolonisatsiooni hindamiseks EM juuretippude sagedust. Mille puhul loetakse proovis olevad juured(tipud) ja EM juuretipud ning juuretippude arvu järgi arvutatakse EM sagedus (protsent) (nt. Khasa et al. 2002, Becerra et al. 2009; Hrynkiewicz et al. 2010, 2012; Ryberg et al. 2011). Sageli mõõdetakse ja arvutatakse EM protsendina juurtepikkusest (nt. Dhillion 1994, Beauchamp et al. 2005; Sumorok et al. 2008). Sarnased meetodeid antud tööga on kasutanud näiteks Nara 2003b, Regvar et al. 2010, Bahram et al. 2011.

Hollandi luidetel oli Salix repens, kaksikmükoriisne taim, enamjaolt EM (80– 85%) ja mõningal määral AM (~11%) (Van der Heijden ja Vosatka 1999). Pütsepp et al. (2004), kes analüüsisid energiakultuuridena Eestis kasvanud seitsme aasta vanuste liikide S.viminalis ja S. dasyclados kloonide ektomükoriisa sagedust, struktuuri ja liigilist mitmekesisust, said tulemuseks pikalehise paju (S. dasyclados) juurte kolonisatsiooniks 75% ja vitspaju (S. viminalis) isegi 94%. Lühiealise metsanduse pajulistel (P.nigra×maximowiczii ja S.viminalis) oli sügisese vaatluse käigus EM juurte osakaal 29-81%, sealjuures pajul 60-70% (Hrynkiewicz et al. 2010). Kuue energiavõsa ja looduslikult kasvava pajuliigi peenjuurte kolonisatsioon oli vahemikus 16-72% (Hrynkiewicz et al. 2012). Poolas Pilica jõe äärsetes kuivemates kooslustes kasvavatel pajudel leiti samuti väga kõrge ektomükoriisa sagedus: Salix fragilis (85%) ja Salix cinerea (95%) (Sumorok et al. 2008). Jõeäärsetes S. humboltiana populatsioonides Argentiinas varieerus kolonisatsioon 33-99% (Becerra et al. 2009). Üldjuhul on ka tundras kasvavad madalad puhmja kasvuvormiga pajud nagu vaevapaju (Salix herbacea L.), polaarpaju (Salix polaris Wahlenb.) ja põhjapaju

(Salix arctica Pall.) kõrge kolonisatsiooniga – umbes 50% (Ryberg et al. 2011). Liigi S. polaris kolonisatsioon võib- olla veel kõrgem, näiteks 60-70% (Fujiyoshi et al. 2011). Vulkaanislises kõrbes Mount Fuji`l kasvava S.reinii juured olid koloniseeritud 59% ulatuses (Nara 2003b). Isegi raskemetallidega küllastunud kaevandustes on keskmine koloniseerituse tase S. caprea puhul 44.5%, seega antud tööst kõrgem (Regvar et al. 2010). Kõrgemaid paplite kolonisatsioone on leitud harilikul haaval kasvamas saastunud mullas (95%) (Krapta et al. 2008) ja ühel puul looduslikus vanas metsas (72%) (Bahram et al. 2011). Muidugi leidub ka madalamaid pajuliste kolonisatsioone: paplite puhul kallaspaplil 15% (Labbé et al. 2011), mitmetel hübriididel 5.–29% (Karliński et al. 2010) ning 13% Populus fremontii S. Wats. juurte pikkusest (Beauchamp et al. 2005) ja pajudel näiteks S.alba koloniseeritud juurte sagedus 3- 9%. (Parádi ja Baar 2006). Erinevuste põhjuseks võib-olla arvatavasti ka asjaolu, et käesoleva töö pajulised kasvasid enamjaolt (58%) mingil ajahetkel üleujutatavatel aladel. Liigvesi omakorda aga mõjub mükoriisale negatiivselt (Lodge 1989). Lisaks võib kolonisatsiooni erisuste taga olla ka puude vanus. Pajude vanuse kasvamisega väheneb mükoriissete juurte osakaal (Parádi ja Baar 2006). Enamike pajuliste mükoriisauuringutes kasutatakse seemikuid või kloonitud pistikuid, mis jäävad vanuselt tavaliselt kümne aasta piiresse. Samas võib öelda, et siinsesse valimisse kuuluvad enamjaolt vanemad isendid.

6.2. Pajuliste ektomükoriisaseente liigirikkus

Pajude juurtelt eristati kesmiselt enamasti kolm morfotüüpi proovi kohta, paplite juurtelt aga viis kuni kuus. Ühe isendi kohta eraldati pajudelt 6 ja paplitelt 10 EM seeneliiki. Erinevusi liigirikkuses leidus eelkõige ka paju rühma sees, millele viitab fülogeneesi omaväärtusvektor ja selle olulisus mudelites.

Kogu liigirikkus (pajudel 79 ja paplitel 69 liiki) erines vaid kümne liigi võrra, kuigi valimis oli pajusid 23 ja papleid 8 isendit. Sugukondadest esines kõige rohkem lehternahkiselisi (Thelephoraceae) (42 liiki; 33%) ning narmasnutilisi

(Inocybaceae; 13% ja 17 liiki). Krapta et al. (2008) leidsid samuti et, P. tremula juurtel on need rühmad kõige liigirikkamad hõlmates kokku 40% leitud liikidest.

Mittesuguliselt paljunev Cenococcum geophilum tundub olevat üheks kõige levinuimaks sümbiondiks pajuliste juurtel. Cenococcum omab väga laia ökoloogilist amplituudi ja peremeestaimi (Trappe 1964). Seetõttu koloniseerib seen eriliigiliste pajude ja paplite juuri erinevates keskkonnatingimustes (Dhillion 1994; Thormann et. al 1999; Hashimoto ja Higuchi 2003; Parádi ja Baar 2006; Krapta et al. 2008; Sumorok et al. 2008; Hrynkiewicz et al. 2009; Bahram et al. 2011; Fujiyoshi et al. 2011) ning isegi tundra kooslustes (Ryberg et al. 2011).

Sugukond Thelephoraceae on samuti pajuliste kooslustes väga olulisel kohal olles nii sage kui ka liigirikas seenerühm. Antud töös puudus ainult kahe paju (S. cinerea, S. viminalis) juurtelt. Lehternahkiselised domineerivad mitmetes pajulistega seotud seenekooslustes (Obase et al. 2007; Hrynkiewicz et al. 2008; Krapta et al. 2008; Newcombe et al. 2010; Hrynkiewicz et al. 2012) ning erinevaid liike on leitud enamike pajuliste ektomükoriisat uurivate autorite poolt (Thormann et. al 1999; Pütsepp et al. 2004; Parádi ja Baar 2006; Becerra et al. 2009; Hrynkiewicz et al. 2009; Hrynkiewicz et al. 2010; Newcombe et al. 2010; Regvar et al. 2010; Bahram et al. 2011; Bent et al. 2011; Fujiyoshi et al. 2011; Ryberg et al. 2011). Lehternahkiselised on EM kooslustes laialdaselt levinud ja liigirikas seene sugukond (Kõljalg et al. 2000; Tedersoo et al. 2006; Tedersoo et al. 2011)

Valdavalt on Eesti pajuliste kooslustes liigid väga ebaühtlase sagedusjaotusega ning suur osa liike (63,4%) leiti ainult ühel korral. Sellist tendentsi märkasid ka Bahram et al. (2011) ühe P. tremula puu ektomükoriisat uurides. Siiski leidub ka laialdasema levikuga liike. Sagedasemad EM seeneliigid pajulistel olid Genabea fragilis 1, Cenococcum sp. ja Cortinarius alnetorum kaheksal puul 31-st ning Tomentella sp. 3 seitsmel. Kui Cenococcum sp. ja Cortinarius alnetorum koloniseerisid nii pajude kui ka paplite juuri, siis Genabea fragilis, mida leidus kaks molekulaarset liiki, sekveneerti ainult pajude juuretippudest. G. fragilis on maa-aluste trühvlit meenutavate viljakehadega ektomükoriisne seen, mis kasvab

38 koos peamiselt pajude ja paplitega (Vidal et al. 1991; Venturella et al. 2011; Hrynkiewicz et al. 2012).

Pajuliste juurtetippudelt sekveneeritud liikede arvu põhjal võib liigirikkust lugeda küllaltki kõrgeks. Kõrge EM liigiline mitmekesisus iseloomustas ka hanepaju (S. repens) kasvamas looduslikel liivaluidetel kus koguti 78 liiki erinevaid ektomükoriisaseente viljakehi (Van der Heijden et al. 1999). Nara et al. (2003a) aga leidsid primaat-suktsessioonilise Mount Fuji vulkaanilist kõrbe koloniseeriva pajuga (Salix reinii) 23 liigist EM viljakehi. Juurtelt leiti aga 21 liiki, millest 12 moodustasid ka viljakehi (Nara 2003b). Artktilises tundras kasvavate pajude EM seente elurikkust on iseloomustatud näiteks 34 (Ryberg et al. 2011) ja 15 (Fujiyoshi et al. 2011) liigiga. Parádi ja Baar (2006) identifitseerisid jõe äärsetes S. alba erivanuselistes metsades 12 EM seene taksonit. Dhillion (1994) avastas üheksa pajuliigi juurtelt kõigest viis liiki AM seeni ja kuus liiki EM seeni. Oluliselt kõrgem liigirikkus – 122 EM seeneliiki, on leitud Bahram et al. (2011) poolt ühe hariliku haava isendi juurtelt.

Pajuliste seenekooslused koosnevad peamiselt liikidest mida peetakse pioneerliikideks (suktsessioonis varajases staadiumis esinevateks) või häiritud ning tihti ka saastunud elupaikade taimede koloniseerijateks (Nara 2003b; Pütsepp et al. 2004; Nara 2006b; Hrynkiewicz et al. 2008; Krpata et al. 2008). Ektomükoriisa liigilist jaotumist sõltuvalt mulla savisisaldusest on põhjendatud ka seente fülogeneetilise kuuluvusega (Peay et al. 2010). Käesoleva töö tulemusena saadud pajuliste ektomükoriissetes seenekooslustes oli liigirikkaimaks seene sugukonnaks Thelephoraceae ning enamikes nende kasvukohtadest paiknesid liivasel või saviliivasel mullal. Lisaks võivad ka naabruses kasavad puud seletada kuni 2,3% seene perekondade paiknemisest mullas (Bahram et al. 2011).

6.3. Mulla omaduste mõju pajuliste ektomükoriisale

Väiksematel mullaosakestel (suurem savisisaldus) ja kõrgel mulla pH-l on kergelt negatiivne mõju pajuliste juurte kolonisatsioonile (tabel 2) ning liigirikkusele positiivne suurematel mullaosakestel ja puu kasvuvormil (tabel 3), aga negatiivne veerežiimil. Pajude seenekooslusele on negatiivselt mõjuvaks kõrgem mulla pH ja pikem üleujutus (tabel 5). Ka Van der Heijden ja Vosatka (1999) leidsid, et hanepaju juurte EM juuretippude sagedus sõltub mulla pH-st ning niiskustingimustest. Kuigi kõrge pH väärtus alandab kolonisatsiooni, siis kergem lõimis suurendab seda. Seega võivad kõrgema pH-ga (liivased, kruusased) muldadel kasvavate puude juured olla rohkem koloniseeritud kui raskema lõimise ning madalama pH-ga muldadel. Selline tulemus võib olla tingitud asjaolust, et suuremad mullaosakesed tõstavad vee läbilaskvust ning vähendavad seisvast veest tingitud hapnikupuudust. Enamike EM seente jaoks on optimaalsemaid mulla pH- vahemikud pigem skaala happelises osas (nõrgalt happelisest kuni neutraalsed) (Hung 1983; Yamanaka 2003). Aluselisemates keskkondades kasvavad eelkõige varase järgu liigid (seened, mis on iseloomulikud koosluste varajastes arengustaadiumites). Oma elutegevusega muudavad seened neid ümbritseva keskkonna pH väärtust madalamaks (Sánchez et al. 2001; Yamanaka 2003; Siemens ja Zwiazek 2011), võimaldades nii lisanduda ka näiteks happelisemaid tingimusi eelistavatel liikidel (Yamanaka 2003).

Mulla reaktsiooni mõju mükoriisale tuleneb ka peremeestaime ökoloogilistest nõudmistest, sest mulla pH-l on oluline roll taimede toitainete kättesaadavusel. Savikate muldade ja orgaanilise aine võime imada katioone on tugevam (suurem negatiivne laeng), kui pH on üle 7. Madalama mulla reaktsiooni juures neutraliseerib suur vesinikioonide hulk negatiivse laengu ning see võib suurendada mulla toitainete sisaldust. Reaktsioon aga alla 5,6 ja üle 6,8 võib põhjustada raskusi toitainete kättesaadavuses (McCauley et al. 2003).

Kergema lõimisega (väiksema savisisaldusega) muldade positiivse mõju põhjus liigirikkusele on tõenäoliselt sama, mis kolonisatsiooni puhul, kus ektomükoriisaseened eelistavad niiskeid, kuid hea vee läbilaskvusega mullatüüpe (Lodge 1989). Samas on täheldatud ka väiksemate mullaosakeste (kõrgem savisisaldus) positiivset mõju EM liigirikkusele (Tedersoo et al. 2012). Pajuliste kasvuvormi ja ka mullaosakeste positiivne mõju avaldub arvatavasti antud valimi põhjal paplite (kõik puud) ja puukujuliste pajude puhul, mis kasvavad enamjaolt rohkem kruusa- või liivasegustes muldades. Madalaid põõsaspajusid nagu S. cinerea (tuhkur paju) võib aga tihti kohata kraavikallastel, soistel aladel ja veekogude ääres (Krall ja Viljasoo; Leht et al. 2007), kus domineerivad savikad mullad. Samas võeti valimisse teadlikult puu-kujulisi liike märgadelt aladelt, et vähendada tunnuste multikollineaarsust.

Üldjuhul mõjuvad EM kolonisatsioonile positiivselt kõrge N ja orgaanilise aine sisaldus ning madal pH, K ja P sisaldus mullas (Jones et al. 1990; Baum et al. 2002; Pütsepp et al. 2004). Parádi ja Baar (2006) märkasid aga tendentsi, et sõltumata puude vanusest oli mükoriissete juurte sagedus kõrgem madala toitainetesisaldusega ja kõrgema pH-ga mullas. Fosfori kättesaadavus aga on näiteks suuresti mõjutatud mulla pH-st. Fosfor on kõige lahustuvam neutraalse ja kõige vähem kättesaadav aluselise (seondub kaltsiumiga) ning happelise (seondub alumiiniumi ja rauaga) reaktsiooni juures (Fujimura ja Egger 2012). Morris et al. (2008) leidsid kahe tammeliigi EM uurides, et mulla vaba fosfori sisaldus ja peremeestaime liik on tähtsamateks koosluse kujundajateks. Erinevate EM seeneliikide reageeringud toitainete lisandumisele on erinevad: mõned suurendavad oma ohtrust ja teised, eriti perekonna Cortinarius esindajad on N lisandumisest negatiivselt mõjutatud (Baum ja Makeschin 2000). Mulla + lämmastiku (eelkõige ammoonium iooni (NH4 ) sisaldus mullas jaotab seeneliigid laias laastus kolme gruppi. Laia ökoloogilise amplituudiga liike (nt. Cenococcum geophilum) leidub pea kõikjal mööda toitainete gradienti ja kaks gruppi on jaotunud vastavalt toitainetevaesesse (nt. Russula decolorans Fr.) ja -rikkasse ossa (nt. Tylospora asterophora (Bonord.) Donk) (Toljander et al. 2006). Mullas

41 leiduv kaltsium aga mõjutab positiivselt näiteks leppadega seotud EM liigilist mitmekesisust, kuigi selle põhjused jäävad ebaselgeks (Põlme et al.2013).

Ektomükoriissete seeneliikide kohastumused mulla pH, orgaanilise aine sisalduse ja toitainete sisalduse suhtes varieeruvad nii perekonniti kui ka liigiti (Fujiyoshi et al. 2011). Näiteks suurem orgaanilise aine sisaldus ja N/P suhe soosivad Cenococcum sp. osakaalu koosluses (Hrynkiewicz et al. 2009). Mineraalses või toitaineterikkas mullas kasvavate pajulistega kaasnevad tüüpiliselt arbuskulaarmükoriissed ja orgaanilistes muldades domineerivad ektomükoriissed seened (Smith ja Read 2008). Salix arctica seenekoosluse ordinatsioonianalüüs näitas, et ordinatsiooni poolt seletatud variatsiooni puhul on keskkond propotsionaalselt peaaegu sama oluline näitaja kui peremeestaim. Kõige tähtsam faktor toitainete sisalduse kõrval, mis korreleerus seenekoosluse struktuuriga, oli mulla pH. Töö demonstreeris, et nii peremeestaim kui ka mullastikulised faktorid on tähtsad tegurid juurte seenekoosluse struktuuri kujunemisel (Fujimura ja Egger 2012).

Sagedased üleujutused ja anaeroobsed tingimused võivad olla üleujutatavatel aladel kasvavate pajukoosluste madala EM seente elurikkuse põhjuseks (Hashimoto ja Higuchi 2003; Parádi ja Baar 2006). Siiski on ka seeni, kes suudavad areneda liigniisketes muldades, näiteks liigid perekonnast Hebeloma ja sugukonnast Thelephoraceae ning ka mõned trühvliliigid (Parádi ja Baar 2006). Cenococcum geophilum ja Thelephora terrestris on võimelised taluma pikaajalisi üleujutusi (Sumorok et al. 2008) Hebelid ja lehternahkiselised on peamisteks juurte koloniseerijateks valdavalt madala toitainete sisaldusega ja tihedamini üleujutatavatel aladel. Tõenäoliselt suudavad need seensümbiondid üleujutustele vastu pidada (Parádi ja Baar 2006). Hebelite hulgas leidub palju generaliste, kes omavad laia peremeesliikide valikut ning suudavad hakkama saada väga erinevates ja ka häiritud kasvukohtades (Smith ja Read 2008).

6.4. Peremeestaimede fülogeneetilised seosed

Pajuliste EM kolonisatsiooni, liigirikkuse ja koosluse tähtsaimateks kujundajaks on peremeestaimede fülogeneetilised seosed, mulla veerežiim ja pH. Pajude seenekooslust mõjutavad fülogeneetiline distants, mulla pH ja veerežiim, mis seletavad ära 21,4% kogu koosluse varieeruvusest. Pajude seenekoosluse struktuuri mõjutavad enim mulla reaktsioon ja peremeestaimede fülogeneetilised seosed, mis koos määravad ära tervelt 68,1% varieeruvusest. Globaalsel tasemel ektomükoriisauuringust selgub, et peremeestaime sugukondlik kuuluvus on üheks kõige olulisemaks liigirikkuse ja koosluse kujundajaks. Taime sugukond seletab 33,8% koosluse varieeruvusest, samas ülejäänud faktorid seletavad <5% variatsioonist (Tedersoo et al. 2012). Davis ja Shaw (2008) leidsid aga maksasamblate endofüüte käsitledes, et liigilist mitmekesisust mõjutab eelkõige geograafline distants, mitte genotüüp. Antud töös ei osutunud geograafiline distants arvatavasti oluliseks teineteisest kaugel asuvate proovialade tõttu. Samas ka globaalsest metaanalüüsist leppadega seotud EM seentest selgub nii peremeestaimede fülogeneetiliste suhete (43%) kui ka geograafilise distantsi (ühenduste) (10%) olulisus seenekoosluse varieeruvuse seletamisel (Põlme et al. 2013).

Fülogeneetilised omaväärtusvektorid on hea meetod hindamaks peremeestaime fülogneesi suhtelist mõju taimede mükoriissetele seenekooslustele. Eigenvektorite põhine lähenemine võimaldab testida fülogeneesi sama grupi liikidega üle erinevate fülogeneetiliste skaalade ja lubab klaadides fülogeneetilise distantsi efektil varieeruda. Võrreldes Mantel testi tulemustega väheneb teist tüüpi vea tõenäosus ning esimest tüüpi vea puhul jääb samale tasemele Mantel testiga (Diniz-Filho et al. 1998). See võimaldab leida keskkonnaalaste ja fülogeneetiliste

43 tunnuste omavahelist korrelatsiooni, kui ka nende samasuunalist mõju (Desdevises et al. 2003). Paplite juurtel on kolonisatsioon tunduvalt kõrgem kui pajudel ning harilikul haaval ületab teiste papliliikide omi. Kuid ei saa välistada, et seda seletab osaliselt ka hariliku haava kasvamine Eestis looduslikes kooslustes, samas kui teised liigid on sissetoodud ja kasvavad kas istutatult või naturaliseerunult .Samuti leidub paplitel rohkem seensümbionte, kuigi ka pajude liigirikkus võib olla samal tasemel. Tagu et al. (2001) leidsid, et paplite võimes mükoriisat moodustada on geneetiline alus. Samuti on näidatud pajude EM kolonisatsiooni ja AM eoste produktsiooni mõningast sõltuvust klooni identideedist (Baum et al. 2002). Sarnaselt leidis ka Pütsepp et al. (2004), et pajude kolonisatsioon oli määratud peamiselt klooni identiteedi poolt. Vastupidiselt, Gehringi et al. (2006) arvavad, et keskkonnal, eelkõige mulla niiskusel, on suurem mõju kolonisatsioonile, kui peremehe geneetikal. Kastmiseksperimendi tulemusena oli ahtalehise papli (Populus angustifolia James) ja tema looduslike hübriidide AM seente kolonisatsioon 45% madalam ja EM kolonisatsioon 33% kõrgem. Seega oletasid autorid, et just keskkonna poolt tekitatud stress määrab suuresti ära kaksik- mükoriissete taimede mükoriisakolonisatsiooni. Sarnaselt antud magistritöö tulemustele sõltus perioodiliselt üleujutatud Pilicia Jõe äärsete koosluste mükoriisa sagedus puu liigist ja niiskusgradiendist: üleujutuste ajal täheldati juurte kolonisatsiooni vähenemist ning ka liigirikkus suurenes niiskemast kuivema kasvukoha suunas (Sumorok et al. 2008). Veerežiim e. ülejutuse aeg kuudes seletab ära 35,6 kogu liigilisest varieeruvusest pajuliste liigirikkuses, aga kui võtta arvesse fülogeneetilised suheted, siis on üleujutuste mõju eri pajulistele kokku ilmselt märksa madalam. Lisaks terve sugukonna- põhisele uuringule tuleks vaadelda ka erinevate keskkonnatingimuste mõju valitud liikide mükoriissetele suhetele.

7. Kokkuvõte

Magistritöö eesmärgiks oli anda ülevaade Eestis kasvavate pajulistega seotud ektomükoriissetest seentest ning eeskätt mulla veerežiimi ja ka teiste olulisemate mulla omaduste mõju antud seenekooslustele. Valimisse kaasati 31 puud 17 liigist, millest 12 liiki olid pajud ja viis liiki paplid. Pajuliste liigirikkuse hindamiseks kasutati molekulaarseid meetodeid, mille abil eristati ITS-järjestuste alusel juuretippudelt 129 liiki. ITS2 järjestuste alusel tehtud päringu andmetel 40 liiki (31%) on varem leitud paplitelt ja pajudelt, seega antud töö lisab potensiaalselt 89 uut liiki pajulistele. Tervelt 82 liiki (63%) oli seotud ainult ühe puuga ning leiti ühest proovist. Kõige sagedasemad liigid olid aga Genabea fragilis 1, Cenococcum sp., Cortinarius alnetorum ning Tomentella sp. 3. Levinumateks liikideks pajude juurtel olid veel Sordariales sp.1, Tuber sp. 3 ja Genabea fragilis 2. Paplitel sagedasemad seeneliigid Cortinarius alnetorum, Cenococcum sp. ja Tomentella sp. 9. (viimane ainult paplitel). Seene perekonna rühmadest olid kõige liigirikkamad Tomentella-Thelephora ning Inocybe, mis moodustavad 46% kõikidest liikidest. . EM sümbiondina leiti esmakordselt kaks Parascutellinia liiki.

Võrreldes koos pajude ja paplite EM kolonisatsiooni ja liigirikkust on paplite juurte kolonisatsioon ja liigirikkus tunduvalt kõrgem pajude omast. Pajuliste keskmiseks kolonisatsiooniks hinnati 33%. Pajude keskmine vastavalt 25,0%, paplitel aga 55,4 %. Paplite juurtel on keskmiselt 1,7 korda rohkem liike kui pajudel ‒ 10 ja pajudel 6 liiki puu kohta. See-eest pajude maksimaalne liigirikkus oli 15 liiki, mis on üllatavalt kahe võrra kõrgem kui paplitel (minimaalne aga pajudel 0 (2)ning paplitel 8 liiki). Pajudelt leiti kokku 60 liiki ja paplitelt 50, ühiseid liike kõigest 19. Kokku pajudel 79 ja paplitel 69 liiki. Antud töö põhjal

45 võib oletada, et väga pikaajaliselt üleujutatud kohtades kasvavad pajud kaotavad oma ektomükoriissuse. Aga kuna valimis leidus ainult üks koloniseerimata puu ei saa seda kinnitada. Kui jätta kõrvale peremeestaimede fülogeneetilised suhted, siis mulla veerežiim on üheks kõige olulisemaks pajuliste liigilise mitmekesisuse mõjutajaks ja seda ka juhul kui vaadleda ainult pajude seenekooslusi. Üleujutuse negatiivne mõju avaldub ka pajuliste juurte kolonisatioonile.

Pajuliste EM mõjutavad mulla omadustest veel mulla pH ja osakeste suurus. Orgaanilise aine sisalduse mõju ei olnud antud valimi põhjal statistiliselt oluline. Mulla pH väärtuse suurenemisel on negatiivne efekt nii juurte koloniseeritusele kui ka liigilisele mitmekesisusele. Kõrgem pH raskendab taimedel ja seensümbiontidel toitainete kättesaadavust ning ei ole sobilikud paljudele ektomükoriissetele seentele. Kergem muld ehk suuremad mullaosakesed ja vähem saviosakesi avaldab positiivset mõju nii kolonisatsioonile kui ka liigirikkusele. Põhjuseks sellise mulla parema vee läbilaskevõime, mis vähendab liigniisketest tingimustest põhjustatud hapnikuvaegust.

Magistritöö püüdis lisaks edaafilistele tingimustele mõõta ka selliste näitajate nagu seda on geograafiline ja fülogeneetiline distants osakaalu pajuliste EM koosluste kujunemisel. Fülogeneetilised suhted osutusid kõige tähtsamaks ektomükoriisat mõjutavaks tunnuseks. Pajude fülogneetilised suhted seletavad ära näiteks 36,2% seenekoosluse struktuurist. Ektomükoriisaga seotud tunnuseid mõjutavad eelkõige peremeestaimede fülogeneetilised suhted, mulla veerežiim, pH ja ka mullaosakeste suurus. Fülogeneetilised suhted (erineva kaugusega seotud liikide rühmad) on oluliseim EM kolonisatsiooni, liigrikkuse ning koosluse kujundajaks. Taime fülogeneetiline positsioon määrab ära tema mükoriisamoodustamise võime ning sealjuures temaga võimalikud seonduvad sümbondid. Kindlasti oleks antud teemal vajalikud täiendavad uuringud selgitamaks fülogeneetiliste suhete ning mulla omaduste täpsemaid mõjusid ektomükoriisale erinevates ökosüsteemides. Sellega seoses võiks rohkem tähelepanu pöörata ka niiskete ja liigniiskete kasvukohtade ektomükoriisaseente kooslustele.

The effects of host plant, water regime and soil properties on ectomycorrhizal fungi of Salicaceae

Marit Mett

8. Summary

The aim of this Master Thesis was to give an overview about Salicaceae- associated ectomycorrhizal (EM) fungi in Estonia and the effects of host phylogeny, soil water regime and other soil properties on EM fungal colonisation, species richness and community structure. Sampling of EM roots from 31 plants from 17 species (12 willows and five poplars) and identification by molecular methods revealed 129 EM fungal based on the similarity of the ITS sequences. Of these, 82 species (63%) were related to only one tree and was found once. The most frequent species were Genabea fragilis 1, Cenococcum sp., Cortinarius alnetorum and Tomentella sp. 3. The most species-rich fungal families were Thelephoraceae and Inocybaceae that contributed to 45,8% of all species. Two species of Parascutellinia were recovered as (EM) symbionts for the first time.

EM colonization and species richness of Populus was greater than in Salix. The mean EM colonisation of Salicaceae was 33,1%, averaging 25,0% in Salix and 55,4% in Populus. The 21 sampled Salix and 8 Populus individuals revealed 79 and 69 EM fungal species, respectively. Of these, only 19 were shared between host genera.

Taken separately, the duration of waterlogging had a negative effect on EM colonization and richness in Salicaceae. When considering phylogenetic relations among host species, host phylogeny had the strongest effect on all EM traits. Besides this, root colonization and species diversity are necatively affected by higher soil pH that renders nutrients less accessile. Coarser soil texture had a

47 positive effect on both colonization and species richness probably due to better aeration.

In conclusion, phylogenetic relations among host plants explain the greatest proportion of variation in EM fungal colonization, species richness and community composition in Salicaceae. Certainly future work is needed to generalize about the role of phylogeny and mechanisms of the role of soil variables on structuring fungal communities and affecting EM traits. The effect of waterlogging is to be addressed based on a few model species across a wide gradient.

9. Tänuavaldused

Suured tänuavaldused juhendajatele Leho Tedersoole ja Mohammad Bahramile igakülgse abi ja kannatliku meele eest. Tänan laboranti Margit Nõukast toimingute eest laboris.

10. Kasutatud kirjandus

Aanen, D.K. ja Kuyper, T.W. 1999. Intercompatibility tests in the Hebeloma crustuliniforme complex in northwestern Europe. Mycologia 91:783–795.

Abarenkov, K., Tedersoo, L., Nilsson, R.H., Vellak, K., Saar, I., Veldre, V., Parmasto, E., Prous, M., Aan, A., Ots, M., Kurina, O., Ostonen, I., Jõgeva, J., Halapuu, S., Põldmaa, K., Toots, M., Truu, J., Larsson, K.H. ja Kõljalg, U. 2010. PlutoF – a web based workbench for ecological and taxonomic research with an online implementation for fungal ITS sequences. Evolutionary Bioinformatics 6:189-196.

Abdollahzadeh, A., Kazempour, O.S. ja Maassoumi, A.A. 2011. Molecular phylogeny of the genus Salix (Salicaceae) with an emphasize to its species in Iran. The Iranian Journal of Botany 17:244-253.

Alexander, I.J. ja Le, S.S. 2005. Mycorrhizas and ecosystem processes in tropical rain forest: implications for diversity. Teoses: Burslem, D.F.R.P., Pinard, M.A. ja Hartley, S.E. (toim.), Biotic Interactions in the Tropics: Their Role in the Maintenance of Species Diversity. Cambridge University Press: London, lk. 165-203.

Angiosperm Phylogeny Group. 2003. An update of the Angiosperm Phylogeny Group classification for the orders and families of flowering plants: APG II. Botanical Journal of the Linnean Society141:399–436.

Argus, G.W. 2007. Salix (Salicaceae) distribution maps and a synopsis of their classification in North America, North of Mexico. The Harvard papers in Botany 12:335-368.

Arnolds, E. ja Kuyper, T. W. 1995. Cortinarius species associated with Salix repens in the Netherlands. Beihefte zur Sydowia 8:5–27. [Viidatud teoses Van der Heijden ja Kuyper 2003]

Aronsson, P. ja Perttu, K. 2001. Willow vegetation filters for wastewater treatment and soil remediation combined with biomass production. Forestry Chronicle 77:293-299.

Azuma, T., Kajita, T., Yokoyama, Y. ja Ohashi, H. 2000. Phylogenetic Relationships of Salix (Salicaceae) Based on rbcL Sequence Data. American Journal of Botany 87:67-75.

Bahram, M., Põlme, S., Kõljalg, U. ja Tedersoo, L. 2011. A single European aspen (Populus tremula) tree individual may potentially harbour dozens of Cenococcum geophilum ITS genotypes and hundreds of species of ectomycorrhizal fungi. Microbiological Ecology 75:313–320.

Bailey, J.K., Deckert, R., Schweitze, J.A., Rehill, B.J., Lindroth, R.L., Gehring, C. ja Whitham, T.H. 2005. Host plant genetics affect hidden ecological players: links among Populus, condensed tannins, and fungal endophyte infection. Canadian Journal of Botany 83:356–361.

Baum, C. ja Makeschin, F. 2000. Effects of nitrogen and phosphorus fertilization on mycorrhizal formation of two poplar clones (Populus trichocarpa and P. tremula x tremuloides). Journal of Plant Nutrition and Soil Science 163:491-497.

Baum, C., Toljander, Y.K., Eckhard, K.U. ja Weih, M. 2009. The significance of host-fungus combinations in ectomycorrhizal symbioses for the chemical quality of willow foliage. Plant Soil 323:213–224.

Baum, C., Weih, M., Verwijst, T. ja Makeschin, F. 2002. The effects of nitrogen fertilization and soil properties on mycorrhizal formation of Salix viminalis. Forest Ecology and Management 160:35–43.

Beauchamp, V.B., Stromberg, J.C. ja Stutz, J.C. 2005. Interactions between Tamarix ramosissima (saltcedar), Populus fremontii (cottonwood), and mycorrhizal fungi: Effects on seedling growth and plant species coexistence. Plant and Soil 275:221–231.

Beauchamp, V.B., Stromberg, J.C. ja Stutz, J.C. 2006. Arbuscular mycorrhizal fungi associated with Populus–Salix stands in a semiarid riparian ecosystem. New Phytologist 170:369–380.

Becerra, A.G., Nouhra, E.R., Silva, M.P ja McKay, D. 2009. Ectomycorrhizae, arbuscular mycorrhizae, and dark-septate fungi on Salix humboldtiana in two riparian populations from central Argentina. Mycoscience 50:343-352.

Bell, C.D., Soltis, D.E. ja Soltis, P.S. 2010. The age and diversification of angiosperms re-revisited. American Journal of Botany 97:1296-1303.

Bent, E., Kiekel, P., Brenton, R. ja Taylor, D.L. 2011. Root-associated ectomycorrhizal fungi shared by various boreal forest seedlings naturally regenerating after a fire in Interior Alaska and correlation of different fungi with host growth responses. Applied and Environmental Microbiology 77:3351–3359.

Bissonnette, L., St-Arnaud, M. ja Labrecque, M. 2010. Phytoextraction of heavy metals by two Salicaceae clones in symbiosis with arbuscular mycorrhizal fungi during the second year of a field trial. Plant and Soil 332:55–67.

Borcard, D. ja Legendre, P. 2002. All-scale spatial analysis of ecological data by means of principal coordinates of neighbour matrices. Ecological Modelling 153:51–68.

Brundrett, M. 2004. Diversity and classification of mycorrhizal associations. Biological Reviews 79:473-495.

Brundrett, M.C. 2009. Mycorrhizal associations and other means of nutrition of vascular plants: understanding the global diversity of host plants by resolving conflicting information and developing reliable means of diagnosis. Plant and soil 320:37-77.

Chase, M.W., Zmarzty, S., Lledó, M.D., Wurdack, J.K., Swensen, S.M. ja Fay, M.F. 2002. When in doubt, put it in flacourtiaceae: a molecular phylogenetic analysis based on plastid rbcL DNA sequences. Kew Bulletin 57:141-181.

Chen, J.H., Sun, H., Wen, J., ja Yang, Y.P. 2010. Molecular phylogeny of Salix L. (Salicaceae) inferred from three chloroplast datasets and its systematic implications. Taxon 59:29–37.

Chilvers, G.A., Lapeyrie, F.F. ja Horan, D.P. 1987. Ectomycorrhizal v. endomycorrhizal fungi within the same root system. New Phytologist 107:441- 448.

Courty, P.E., Franc, A. ja Garbaye, J. 2010. Temporal and functional pattern of secreted enzyme activities in an ectomycorrhizal community. Soil Biology & Biochemistry 42:2022-2025.

Cripps, C.L. ja Eddington, L.H. 2005. Distribution of Mycorrhizal Types among Alpine Vascular Plant Families on the Beartooth Plateau, Rocky Mountains, U.S.A., in Reference to Large-Scale Patterns in Arctic–Alpine Habitats. Arctic, Antarctic, and Alpine Research 37:177–188.

Davis, E.C. ja Shaw, A.J. 2008. Biogeographic and phylogenetic patterns in diversity of liverwort-associated endophytes. American Journal of Botanty 95:914-924.

Desdevises, Y., Legendre, P. Azouzi, L. ja Morand, S. 2003. Quantifying phylogenetically structured environmental variation. Evolution 57:2647-2652.

Dhillion, S.S. 1994. Ectomycorrhizae, Arbuscular Mycorrhizae, and Rhizoctonia sp. of Alpine and Boreal Salix spp. in Norway. Arctic and Alpine Research 26:304-307.

Diniz-Filho, J.A.F., de Sant'Ana, C.E.R. ja Bini, L.M. 1998. An eigenvector method for estimating phylogenetic inertia. Evolution 52:1247-1262.

Douhan, G. W. ja Rizzo, D. M. 2005. Phylogenetic divergence in a local population of the ectomycorrhizal fungus Cenococcum geophilum. New Phytologist 166:263–271.

Dray, S., Legendre, P. ja Blanchet, G. 2009. packfor: Forward Selection with Permutation. Available at http://R-Forge.R-project.org/projects/sedar/.

Dray, S., Legendre, P. ja Peres-Neto, P.R. 2006. Spatial modelling: a comprehensive framework for principal coordinate analysis of neighbour matrices (PCNM). Ecological Modelling 196:483–493.

Fang, Z.F., Zhao, S.D. ja Skvortsov, A.K. 1999. Salicaceae.- Teoses: Wu, Z.Y. ja Raven, P.H. (toim.), Flora of China, vol.4. Beijing: Science Press; St. Louis: Missouri Botanical Garden Press. lk. 139–274.

Fillion, M., Brisson, J., Guidi, W. ja Labrecque, M. 2011. Increasing phosphorus removal in willow and poplar vegetation filters using arbuscular mycorrhizal fungi. Ecological Engineering 37:199–205.

Fujimura, K.E. ja Egger, K.N. 2012. Host plant and environment influence community assembly of High Arctic root-associated fungal communities. Fungal Ecology 5:409–418.

Fujiyoshi, M., Yoshitake, S., Watanabe, K., Murota, K., Tsuchiya, Y., Uchida, M. ja Nakatsubo, T. 2011. Successional changes in ectomycorrhizal fungi associated with the polar willow Salix polaris in a deglaciated area in the High Arctic, Svalbard. Polar Biology 34:667–673.

Gehring, C.A., Mueller, C. ja Whitham, T.G. 2006. Environmental and genetic effects on the formation of ectomycorrhizal and arbuscular mycorrhizal associations in cottonwoods. Oecologia 149:158–164.

Godbout, C. ja Fortin, J.A. 1985. Synthesised ectomycorrhizas of aspen: fungal genus level of structual characterisation. Canadian Journal of Botany 63:252-262.

Hahn, C. ja Agerer, R. 1999. Studien zum Paxillus involutus Formenkreis. Nova Hedwigia 69:241–310. [Viidatud teoses Van der Heijden ja Kuyper 2003]

Hardig, T.M., Anttila, C.K. ja Brunsfeld S.J. 2010. A Phylogenetic Analysis of Salix (Salicaceae) Based on matK and Ribosomal DNA Sequence Data. Journal of Botany 2010:197696.

Hashimoto, Y. ja Higuchi, R. 2003. Ectomycorrhizal and arbuscular mycorrhizal colonization of two species of floodplain willows. Mycoscience 44:339–343.

Hawksworth, D.,L. 2001. The magnitude of fungal diversity: the 15 million species estimate revisited. Mycolocical Reseach 105:1422–1432.

Henno, O. 1963. Puude ja põõsate määraja. Eesti Riiklik Kirjastus, Tallinn.

Hrynkiewicz, K., Baum, C. ja Leinweber, P. 2009. Mycorrhizal community structure, microbial biomass P and phosphatase activities under Salix polaris as influenced by nutrient availability. European Journal of Soil Biology 45:168–175.

Hrynkiewicz, K., Baum, C., Leinweber, P., Weih, M. ja Dimitriou, I. 2010. The significance of rotation periods for mycorrhiza formation in short rotation coppice. Forest Ecology and Management 260:1943–1949.

Hrynkiewicz, K., Haug, I. ja Baum, C. 2008. Ectomycorrhizal community structure under willows at former ore mining sites. European Journal of Soil Biology 44:37–44.

Hrynkiewicz, K., Toljander, Y.K., Baum, C., Fransson, P.M.A., Taylor, A.F.S. ja Weih, M. 2012. Correspondence of ectomycorrhizal diversity and colonisation of willows (Salix spp.) grown in short rotation coppice on arable sites and adjacent natural stands. Mycorrhiza 22:603-613.

Hung, L.-L. 1983. Growth variation between and within species of ectomycorrhizal fungi in response to pH in vitro. Mycologia 75(2):234-241.

Jones, M.D., Durall, D.M. ja Tinker, P.B. 1990. Phosphorus relationships and production of extramatrical hyphae by two types of willow ectomycorrhizas at different soil phosphorus levels. New Phytologist 115:259-267.

Jones, M.D., Durall, D.M. ja Tinker, P.B. 1991. Fluxes of carbon and phosphorus between symbionts in willow ectomycorrhizas and their changes with time. New Phytologist 119:99-106.

Judd, W.S., Campwell, C.S., Kellogg, E.A., Stevens, P.F. ja Donoghue, M.J. 2008. Plant systematics: a phylogenetic approach, 3. köide. Sinauer Associates, Sunderland.

Karliński, L., Rudawska, M., Kieliszewska-Rokicka, B. ja Leski, T. 2010. Relationship between genotype and soil environment during colonization of poplar roots by mycorrhizal and endophytic fungi. Mycorrhiza 20:315–324.

Khasa, P.D., Chakravarty, P., Robertson, A., Thomas, B.R ja Dancik, B.P. 2002. The mycorrhizal status of selected poplar clones introduced in Alberta. Biomass and Bioenergy 22:99–104.

Kittle, T.R. 2007. Influence of Mycorrhizal Inoculation Treatments on Native Tree and Shrub Biomass and Survival in a Floodplain, Flathead Indian Reservation. Master's thesis. The University of Montana Missoula, Montana, College of Forestry and Conservation.

Krall, H. ja Viljasoo, L. 1965. Eestis kasvavad pajud. Abiks loodusvaatlejale nr. 51. Eesti NSV Teaduste Akadeemia Loodusuurijate Selts, Tartu.

Krapta, D., Peintner, U., Langer, I., Fitz, W.J. ja Schweiger, P. 2008. Ectomycorrhizal communities associated with Populus tremula growing on a heavy metal contaminated site. Mycological Research 112:1069–1079.

Kuzovkina, Y.A. ja Quigley, M.F. 2005. Willows beyond wetlands: uses of Salix L. Species. Water, Air, and Soil Pollution 162:183–204.

Kõljalg, U., Dahlberg, A., Taylor, A.,F.,S., Larsson, E., Hallenberg, N., Stenlid, J., Larsson, K.-H., Fransson, P.M., Kårén, O. ja Jonsson, L. 2000. Diversity and abundance of resupinate thelephoroid fungi as ectomycorrhizal symbionts in Swedish boreal forests. Molecular Ecology 9:1985–1996.

Labbé, J., Jorge, V., Kohler, A.,Vion, P., Marçais, B., Bastien, C., Tuskan, G.A., Martin, F. ja Le Tacon, F. 2011. Identification of quantitative trait loci affecting ectomycorrhizal symbiosis in an interspecific F1 poplar cross and differential expression of genes in ectomycorrhizas of the two parents: Populus deltoides and Populus trichocarpa. Tree Genetics & Genomes 7:617–627.

Leht, M. (toim.), Krall, H., Kukk, T., Kull, T., Kuusk, V., Oja, T., Reier, Ü., Sepp, S., Zingel, H. ja Tuulik, T. 2007. Eesti taimede määraja. 2. parandatud ja täiendatud trükk. EMÜ Põllumajandus- ja keskkonnainstituut, Eesti Loodusfoto, Tartu.

Lindahl, B., Ihrmark, K., Boberg, J., Trumbore, S.E., Högberg, P., Stenlid, J. ja Finlay, R.D. 2007. Spatial separation of litter decomposition and mycorrhizal nutrient uptake in a boreal forest. New Phytologist 173:611-620.

Lodge, D.J. 1989. The influence of soil moisture and flooding on formation of VA-endo- and ectomycorrhizae in Populus and Salix. Plant and Soil 117:243– 253.

Lodge, D.J. ja Wentworth, T.R. 1990. Negative associations among VA- mycorrhizal fungi and some ectomycorrhizal fungi inhabiting the same root system. Oikos 57:347–356.

Lukac, M., Calfapietra, C. ja Godbold, D.L. 2003. Production, turnover and mycorrhizal colonization of root systems of three Populus species grown under elevated CO2 (POPFACE). Global Change Biology 9:838–848.

Malloch, D. 1987. The evolution of mycorrhizae. Canadian Journal of Plant Pathology 9:398–402.

Maassoumi, A.A. 2009. Experimental taxonomy of the genus Salix L. (Salicaceae) in Iran. Iran Journal of Botany 15:3-20.

McCauley, A., Jones, C. ja Jacobsen, J. 2003. Soil pH and organic matter. Nutrient Management Module No 8(4449). Montana State University, Bozeman, MT, USA.

McKendrick, S.L., Leake, J.R. ja Read, D.J. 2000a. Symbiotic germination and development of myco-heterotrophic plants in nature: transfer of carbon from ectomycorrhizal Salix repens and Betula pendula to the orchid Corallorhiza trifida through shared hyphal connections. New Phytologist 145:539–548.

McKendrick, S.L., Leake, J.R., Taylor, D.L. ja Read, D.J. 2000b. Symbiotic germination and development of myco-heterotrophic plants in nature: ontogeny of Corallorhiza trifida and characterization of its mycorrhizal fungi. New Phytologist 145:523-537.

Mrnka, L., Kuchár, M., Cieslarová, Z., Matějka, P., Száková, J., Tlustoš, P. ja Vosátka, M. 2012. Effects of endo- and ectomycorrhizal fungi on physiological parameters and heavy metals accumulation of two species from the family Salicaceae. Water Air Soil Pollution 223:399–410.lackwell Publishtd. Nara, K. 2006a. Ectomycorrhizal networks and seedling establishment during early primary succession. New Phytologist 169:169–178.

Nara, K. 2006b. Pioneer dwarf willow may facilitate tree succession by providing late colonizers with compatible ectomycorrhizal fungi in a primary successional volcanic desert. New Phytologist 171:187–198.

Nara, K., Nakaya, H. ja Hogetsu, T. 2003a. Ectomycorrhizal sporocarp succession and production during early primary succession on Mount Fuji. New Phytologist 158:193–206.

Nara, K., Nakaya, H., Wu, B., Zhou, Z. ja Hogetsu, T. 2003b. Underground primary succession of ectomycorrhizal fungi in a volcanic desert on Mount Fuji. New Phytologist 159:743–756.well Publishing, Ltd.

Nehls, U., Grunze, N., Willmann, M., Reich, M. ja Küster, H. 2007. Sugar for my honey: Carbohydrate partitioning in ectomycorrhizal symbiosis. Phytochemistry 68:82–91.

Obase, K., Tamai, Y., Yajima, T. ja Miyamoto, T. 2007. Morphological characteristics of ectomycorrhizas found in willow and poplar seedlings established in the area devastated by the volcanic eruption of Mt. Usu, Hokkaido, Japan in 2000. Eurasian Journal of Forest Research 10:173-178.

Ohashi, H. 2000. A systematic enumeration of Japanese Salix (Salicaceae). The Journal of Japanese Botany 75:1-41.

Oksanen, J., Blanchet, F.G., Kindt, R., Legendre,P., Minchin, P.R., O'Hara, R.B., Simpson, G.L., Solymos, P., Stevens, M.H. ja Wagner, H. 2012. vegan: Community Ecology Package R package version 2.0-2. 2011. Available from http://vegan.r-forge.rproject.org/.

Parádi, I. ja Baar, J. 2006. Mycorrhizal fungal diversity in willow forests of different age along the river Waal, The Netherlands. Forest Ecology and Management 237:366–372.

Paradis, E., Claude, J. ja Strimmer, K. 2004. APE: Analyses of Phylogenetics and Evolution in R language. Bioinformatics 20:289–290.

Peay, K.G., Kennedy, P.G., Davies, S.J., Tan, S. ja Bruns, T.D. 2010. Potential link between plant and fungal distributions in a dipterocarp rainforest: community and phylogenetic structure of tropical ectomycorrhizal fungi across a plant and soil ecotone. New Phytologist 185:529–542.

Pinheiro, J., Bates, D. ja DebRoy, S. 2011. nlme: Linear and Nonlinear Mixed Effects Models. Available from http://cran.rproject.org/web/packages/nlme/.

Plett, J.M. ja Martin, F. 2011. Blurred boundaries: lifestyle lessons from ectomycorrhizal fungal genomes. Trends in Genetics 27:14-22.

Püttsepp, Ü., Rosling, A. ja Taylor, A.F.S. 2004. Ectomycorrhizal fungal communities associated with Salix viminalis L. and S. dasyclados Wimm. clones in a short-rotation forestry plantation. Forest Ecology and Management 196:413– 424.

R Core Development Team. 2012. R: A Language and Environment for Statistical Computing. R Foundation for Statistical Computing, Vienna, Austria. Available from http://www.R-project.org/.

Regvar, M., Likar, M., Piltaver, A., Kugonič, N. ja Smith, J.E. 2010. Fungal community structure under goat willows (Salix caprea L.) growing at metal polluted site: the potential of screening in a model phytostabilisation study. Plant Soil 330:345–356.

Richard, F., Millot, S., Gardes, M. ja Selosse, M.A. 2005. Diversity and specificity of ectomycorrhizal fungi retrieved from an old-growth Mediterranean forest dominated by Quercus ilex. New Phytologist 166:1011-1023.

Rinaldi A.C., Comadini, O. ja Kuyper, T.W. 2008. Ectomycorrhizal fungal diversity: separating the wheat from the chaff. Fungal Diversity 33:1-45.

Ryberg, M., Andreasen, M. ja Björk, R.G. 2011. Weak habitat specificity in ectomycorrhizal communities associated with Salix herbacea and Salix polaris in alpine tundra. Mycorrhiza 21:289–296.

Sánchez, F., Honrubia, M. ja Torres, P. 2001. Effects of pH, water stress and temperature on in vitro cultures of ectomycorrhizal fungi from Mediterranean forests. Cryptogamie, Mycologie 22:243-258.

Schoch, C.L., Seifert, K. A., Huhndorf, S., Robert, V., Spouge, J.L., Levesque, C.A., Chen, W. ja Fungal Barcoding Consortium. 2012. Nuclear ribosomal internal transcribed spacer (ITS) region as a universal DNA barcode marker for Fungi. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America 109:6241-6246.

Scotland, R.W. ja Wortley, A.H. 2003. How many species of seed plants are there? Taxon 52:101–104.

Shah, J.J.F. 2006. Effects of flood regime and riparian plant species on soil nitrogen cycling along the Middle Rio Grande : impications for restoration. Dissertation for Doctor of Philosophy Biology. The University of New Mexico, Albuquerque, New Mexico, USA.

Siemens, J.A. ja Zwiazek, J.J. 2011. Hebeloma crustuliniforme modifies root hydraulic responses of trembling aspen (Populus tremuloides) seedlings to changes in external pH. . Plant and Soil 345:247–256.

Skvortsov, A.K. 1999. Willows of Russia and adjacent countries, Taxonomical and geographical revision. University of Joensuu, Finland. Faculty of Mathematics and Natural Sciences Report Series, no. 39.

Stamatakis, A., Hoover, P. ja Rougemont, J. 2008. A rapid bootstrap algorithm for the RAxML web-servers. Systematic Biology 75:758-771.

Sumorok, B., Kosiński, K., Michalska-Hejduk, D. ja Kiedrzyńska, E. 2008. Distribution of ectomycorrhizal fungi in periodically inundated plant communities on the Pilica River floodplain. Ecohydrology & Hydrobiology 8:401-410.

Smith, S.E, ja Read, D.J. 2008. Mycorrhizal symbiosis, 3rd ed. London, Great Britain: Academic Press.

Tagu, D., Lapeyrie, F. ja Martin, F. 2002. The ectomycorrhizal symbiosis: Genetics and development. Plant and Soil 244:97-105.

Tagu, D., Rampant, P.F., Lapeyrie, F., Frey-Klett, P., Vion, P. ja Villar, M. 2001. Variation in the ability to form ectomycorrhizas in the F1 progeny of an interspecific poplar (Populus spp.) cross. Mycorrhiza 10:237–240.

Tedersoo, L., Bahram, M., Jairus, T., Bechem, E., Chinoya, S., Mpumba, R., Leal, M., Randrianjohanny, E., Razafimandimbison, S., Sadam, A., Naadel, T. ja Kõljalg U. 2011. Spatial structure and the effects of host and soil environments on communities of ectomycorrhizal fungi in wooded savannas and rain forests of Continental Africa and Madagascar. Molecular Ecology 20:3071– 3080.

Tedersoo, L., Bahram, M., Toots, M., Diédhiou, A.G., Henkel, Kjøller, R., Morris, M.H., Nara, K., Nouhra, E., Peay, K., G., Põlme, S., Ryberg, M., Smith, M.E. ja Kõljalg, U. 2012. Towards global patterns in the diversity and community structure of ectomycorrhizal fungi. Molecular Ecology 21:4160–4170.

Tedersoo, L., May, T.W. ja Smith, M. E. 2010. Ectomycorrhizal lifestyle in fungi: global diversity, distribution, and evolution of phylogenetic lineages. Mycorrhiza 20:217–263.

Tedersoo, L., Suvi, T., Larsson, E. ja Kõljalg, U. 2006. Diversity and community structure of ectomycorrhizal fungi in a wooded meadow. Mycological Research 110:734–748.

Thormann, M.N., Currah, R.S. ja Bayley, S. 1999. The mycorrhizal status of the dominant vegetation along a peatland gradient in Southern Boreal Alberta, Canada. Wetlands 19:438-450.

Trappe, J.M. 1964. Mycorrhizal hosts and distribution of Cenococcum graniforme. Lloydia 27: 100–106. [Viidatud teoses Douhan ja Rizzo 2005]

Trowbridge, J. ja Jumpponen, A. 2004. Fungal colonization of shrub willow roots at the forefront of a receding glacier. Mycorrhiza 14:283-293.

Tuskan, G.A., DiFazio, S., Jansson, S., Bohlmann, J., Grigoriev, I., Hellsten, U., Putnam, N., Ralph, S., Rombauts, S., Salamov, A., Schein, J., Sterck, L., Aerts, A., Bhalerao, R.R., Bhalerao, R.P., Blaudez, D., Boerjan, W., Brun, A., Brunner, A., Busov, V., Campbell, M., Carlson, J., Chalot, M., Chapman, J., Chen, G.L., Cooper, D., Coutinho, P.M., Cou-turier, J., Covert, S., Cronk, Q., Cunningham, R., Davis, J., Degroeve, S., Dejardin, A., Depamphilis, C., Detter, J., Dirks, B., Dubchak, I., Duplessis, S., Ehlting, J., Ellis, B., Gendler, K., Goodstein, D., Gribskov, M., Grimwood, J., Groover, A., Gunter, L., Ham-berger, B., Heinze, B., Helariutta, Y., Henrissat, B., Holligan, D., Holt, R., Huang, W., Islam-Faridi, N., Jones, S., Jones-Rhoades, M., Jorgensen, R., Joshi, C., Kangasjarvi, J., Karlsson, J., Kelleher, C., Kirkpatrick, R., Kirst, M., Kohler, A., Kalluri, U., Larimer, F., Leebens-Mack, J., Leple, JC., Locascio, P., Lou, Y., Lucas, S., Martin, F., Montan-ini, B., Napoli, C., Nelson, D.R., Nelson, C., Nieminen, K., Nilsson, O., Pereda, V., Peter, G., Philippe, R., Pilate, G., Poliakov, A., Razumovskaya, J., Richardson, P., Rinaldi, C., Ritland, K., Rouze, P., Ryaboy, D., Schmutz, J., Schrader, J., Segerman, B., Shin, H., Siddiqui, A., Sterky, F., Terry, A., Tsai, C.J.,

Uberbacher, E., Unneberg, P., Vahala, J., Wall, K., Wessler, S., Yang, G., Yin, T., Douglas, C., Marra, M., Sandberg, G., Van de Peer, Y. ja Rokhsar, D. 2006. The genome of black cottonwood, Populus trichocarpa (Torr. & Gray). Science 313:1596–1604.

Vaario, L.-M., Heinonsalo, J., Spetz, P., Pennanen, T., Heinonen, J., Tervahauta, A. ja Fritze, H. 2012. The ectomycorrhizal fungus Tricholoma matsutake is a facultative saprotroph in vitro. Mycorrhiza 22: 409-418.

Van der Heijden, E.W. 2001. Differential benefits of arbuscular mycorrhizal and ectomycorrhizal infection of Salix repens. Mycorrhiza 10:185–193.

Van der Heijden, E.W. ja Kuyper, T.W. 2001. Laboratory experiments imply the conditionality of mycorrhizal benefits for Salix repens: role of pH and nitrogen to phosphorus ratios. Plant and Soil 228:275–290.

Van der Heijden, E.W. ja Kuyper, T.W. 2003. Ecological strategies of ectomycorrhizal fungi of Salix repens: root manipulation versus root replacement. Oikos 103:668–680.

Van der Heijden, E.W. ja Vosatka, M. 1999. Mycorrhizal associations of Salix repens L. communities in succession of dune ecosystems. II. Mycorrhizal dynamics and interactions of ectomycorrhizal and arbuscular mycorrhizal fungi. Canadian Journal of Botany 77:1833–1841.

Venturella, G., Altobelli, E., Bernicchia , A., Di Piazza, S., Donnini, D., Gargano, M.L., Gorjòn, S.P., Granito, V.M., Lantieri, A., Lunghini, D., Montemartini, A., Padovan, F., Pavarino, M., Pecoraro, L., Perini, C., Rana, G., Ripa, C., Salerni, E., Savino, E., Tomei, P.E., Vizzini, A., Zambonelli, A. ja Zotti, M. 2011. Fungal biodiversity and in situ conservation in Italy, Plant Biosystems 145:950-957.

Vidal, J.M., Rocabruna, A. ja Tabarés, M. 1991. Algunos hongos hipogeos (ascomycotina y basidiomycotina) interesantes para la micoflora española. Butlleti Societat Catalana de Micologia 14-15:131-142.

Wang, B. ja Qiu, Y.L. 2006. Phylogenetic distribution and evolution of mycorrhizas in land plants. Mycorrhiza 16:299-363.

Yamanaka, T. 2003. The effect of pH on the growth of saprotrophic and ectomycorrhizal ammonia fungi in vitro. Mycologia 95:584–589.

Interneti allikad: Eesti taimed. Tartu Ülikooli MRI Loodusteadusliku didaktika lektoraadi õppematerjal http://bio.edu.ee/taimed/oistaim/paju2.htm Külastusaeg: 12.02. 2012.

Reier, Ü. 2006. Aasta puu. Paju võib olla ka madal kui muru. Eesti loodus nr. 10 e-väljaanne. http://www.loodusajakiri.ee/eesti_loodus/artikkel1701_1681.html. Külastusaeg: 12.02. 2012.

Sikora, F. ja Kissel, D. 2010. Soil pH.Clemson University. Interneti viide http://www.clemson.edu/sera6/SoilpHFinal081910.doc. Külastusaeg: 27.05. 2013.

11. Lisad

Lisa 1. Seeneliikide leidumine ja määramine

Antud lisas on toodud igalt puult leitud ektomükoriissed seeneliigid.

Rasvaselt on märgitud mõlema perekonna puid koloniseerinud liigid.

Lisa 1. Pajude ja paplite ektomükoriisaseente liikide tabel.

Ektomükoriissed seeneliigid Parim vaste Peremeestaim Indiviidi Peremeestaime Liik Kood Liik Geenipangavaste Sarnasus% tähis liik Tomentella sp. 5 UDB008858 Tomentella coerulea UDB011598 95.78 Sal1 Salix caprea Trichophaea sp. 2 UDB008859 Trichophaea woolhopeia GU174766 97.54 Sal1 S. caprea Pulvinula constellatio UDB008860 Pulvinula constellatio AF289074 100.00 Sal1 S. caprea Pseudotomentella sp. 1 UDB008861 Pseudotomentella tristis AJ889979 89.00 Sal1 S. caprea Pulvinula sp. 2 UDB008862 Pulvinula constellatio AF289074 85.90 Sal1 S. caprea Genabea fragilis 1 UDB008863 Genabea fragilis JF908763 99.65 Sal1 S. caprea Tomentella sp. 1 UDB008864 Tomentella coerulea UDB011598 94.74 Sal1 S. caprea Inocybe sp. 3 UDB008865 Inocybe cf flocculosa AM882992 94.55 Sal1 S. caprea Inocybe sp. 3 UDB008935 Inocybe cf flocculosa AM882992 94.55 Sal2 Salix dasyclades Tuber sp. 1 UDB008936 Tuber sp. EU379679 99.49 Sal2 S. dasyclades

Tomentella sp. 3 UDB008937 Tomentella sp. AJ534912 95.00 Sal2 S. dasyclades Laccaria sp. 2 UDB008938 Laccaria montana EU486434 92.76 Sal2 S. dasyclades Tomentella sp. 16 UDB008939 Tomentella sp. AF430289 94.00 Sal2 S. dasyclades Tuber sp. 1 UDB008940 Tuber sp. EU379679T 99.49 Sal2 S. dasyclades Laccaria sp. 1 UDB008941 Laccaria proxima UDB011535 97.29 Sal2 S. dasyclades Tuber sp. 3 UDB008965 Tuber sphaerosporum FJ809853 91.60 Sal3 Salix cinrea Hebeloma sp. 4 UDB008966 Hebeloma pusillum UDB011806 96.38 Sal3 S. cinrea Tomentella sp. 14 UDB008967 Tomentella coerulea UDB011598 96.10 Sal3 S. cinrea Tomentella sp. 19 UDB008968 Tomentella ellisii UDB011603 96.00 Sal3 S. cinrea Genabea fragilis 1 UDB008969 Genabea fragilis JF908763 99.65 Sal4 Salix alba Tuber sp. 3 UDB008970 Tuber sphaerosporum FJ809853 91.60 Sal4 S. alba Tomentella sp. 3 UDB008971 Tomentella sp. AJ534912 95.0 Sal4 S. alba Tuber sp. 2 UDB008972 Tuber sphaerosporum FJ809853 93.63 Sal4 S. alba Genabea fragilis 2 UDB008973 Genabea fragilis JF908763 98.41 Sal4 S. alba Genabea fragilis 1 UDB008974 Genabea fragilis JF908763 99.65 Sal4 S. alba Tuber sp. 4 UDB008975 Tuber sp. FJ809850 96.34 Sal4 S. alba Inocybe sp. 4 UDB008976 Inocybe cf flocculosa AM882992 94.98 Sal4 S. alba Parascutellinia sp. 1 UDB008977 Parascutellinia sp. AY789323 100.00 Sal5 Salix fragilis Genabea fragilis 2 UDB008978 Genabea fragilis JF908763 98.41 Sal5 S. fragilis Inocybe sp. 4 UDB008979 Inocybe cf flocculosa AM882992 94.98 Sal5 S. fragilis Tomentella sp. 2 UDB008980 Tomentella sp. EF655702 94.00 Sal5 S. fragilis Russula sp. 2 UDB008981 Russula aff albonigra JF834364 91.37 Sal5 S. fragilis Porosphaerella Sordariales sp. 1 UDB008982 cordanophora JN689975 83.00 Sal5 S. fragilis Tuber sp. 2 UDB008983 Tuber sphaerosporum FJ809853 93.63 Sal5 S. fragilis

Tuber sp. 3 UDB008984 Tuber sphaerosporum FJ809853 91.60 Sal6 Salix cinrea Hydnobolites cerebriformis UDB008985 Hydnobolites cerebriformis EU784271 99.47 Sal6 S. cinrea Tuber sp. 3 UDB008986 Tuber sphaerosporum FJ809853 91.60 Sal6 S. cinrea Porosphaerella Sordariales sp. 1 UDB008987 cordanophora JN689975 83.00 Sal6 S. cinrea Hebeloma sp. 1 UDB008988 Hebeloma pusillum UDB011806 97.02 Sal7 Salix fragilis Peziza sp. 1 UDB008989 Peziza badia DQ384574 95.64 Sal7 S. fragilis Tomentella sp. 11 UDB008990 Tomentella coerulea UDB011598 93.41 Sal7 S. fragilis Genabea fragilis 1 UDB008991 Genabea fragilis JF908763 99.65 Sal7 S. fragilis Tomentella sp. 3 UDB008992 Tomentelle sp. AJ534912 95.00 Sal8 Salix phylicifolia Sebacina sp. 1 UDB008993 Sebacina sp. DQ974767 93.25 Sal8 S. phylicifolia Laccaria montana UDB008994 Laccaria montana EU486434 98.12 Sal8 S. phylicifolia Tomentella sp. 11 UDB008995 Tomentella coerulea UDB011598 93.41 Sal8 S. phylicifolia Sebacina sp. 1 UDB008996 Sebacina sp. DQ974767 93.25 Sal8 S. phylicifolia Cortinarius alnetorum UDB008997 Cortinarius alnetorum GQ159796 99.65 Sal9 Salix caprea Tomentella sp. 3 UDB008999 Tomentella sp. AJ534912 95.00 Sal9 S. caprea Tomentella sp. 22 UDB009000 Tomentella cinerascens UDB003309 94.41 Sal9 S. caprea Geopora cervina UDB008866 Geopora cervina FM206417 100.00 Sal10 Salix alba Tomentella sp. 17 UDB008867 Tomentella sp. AF430289 94.00 Sal10 S. alba Tuber sp. 3 UDB008868 Tuber sphaerosporum FJ809853 91.60 Sal10 S. alba Genabea fragilis 1 UDB008869 Genabea fragilis JF908763 99.65 Sal10 S. alba Tuber maculatum UDB008870 Tuber maculatum AJ969627 99.69 Sal10 S. alba Tomentella sp. 4 UDB008871 Tomentella sp. AF430289 94.00 Sal11 Salix cinrea Tomentella sp. 20 UDB008872 Tomentella ellisii UDB011603 95.78 Sal11 S. cinrea Atheliaceae UDB008873 Atheliaceae UDB008299 100.00 Sal12 Salix strakeana

Tomentella sp. 3 UDB008874 Tomentella sp. AJ534912 95.00 Sal12 S. strakeana Tomentella sp. 21 UDB008875 Tomentella ellisii UDB011603 96.00 Sal12 S. strakeana Cortinarius alnetorum UDB008876 Cortinarius alnetorum GQ159796 99.65 Sal13 Salix triandra Inocybe cf leucoloma UDB008877 Inocybe cf leucoloma GU980624 99.58 Sal13 S. triandra Genabea fragilis 2 UDB008878 Genabea fragilis JF908763 98.41 Sal13 S. triandra Inocybe sp. 5 UDB008879 Inocybe leucoloma GU980623 96.56 Sal13 S. triandra Pulvinula sp. 1 UDB008880 Pulvinula convexella UDB000987 93.83 Sal13 S. triandra Trichophaea sp. 1 UDB008881 Trichophaea woolhopeia GU174766 94.00 Sal14 Salix caprea Cenococcum sp. UDB008882 Cenococcum geophilum DQ179119 97.93 Sal14 S. caprea Pulvinula constellatio UDB008883 Pulvinula constellatio AF289074 100.00 Sal14 S. caprea Geopora cervina UDB008884 Geopora cervina FM206418 99.64 Sal14 S. caprea Genabea fragilis 1 UDB008885 Genabea fragilis JF908763 99.65 Sal14 S. caprea Tuber maculatum UDB008886 Tuber maculatum AJ969627 99.69 Sal14 S. caprea Tomentella sp. 5 UDB008887 Tomentella coerulea UDB011598 95.78 Sal14 S. caprea Tuber rufum var rufum UDB008888 Tuber rufum var rufum FN433168 99.49 Sal14 S. caprea Genabea fragilis 1 UDB008889 Genabea fragilis JF908763 99.65 Sal15 Salix daphnoides Tuber maculatum UDB008890 Tuber maculatum AJ969627 99.69 Sal15 S. daphnoides Tomentella sp. 3 UDB008891 Tomentella sp. AJ534912 95.00 Sal15 S. daphnoides Thelephoraceae sp. 7 UDB008892 Thelephoraceae sp U83475 89.90 Sal15 S. daphnoides Tuber maculatum UDB008893 Tuber maculatum AJ969627 99.69 Sal15 S. daphnoides Tomentella sp. 24 UDB008894 Tomentella coerulea UDB011598 97.94 Sal15 S. daphnoides Tuber sp. 5 UDB008895 Tuber sp. HM485428 96.77 Sal15 S. daphnoides Tomentella sp. 3 UDB008896 Tomentella sp. AJ534912 95.00 Sal15 S. daphnoides Cortinarius alnetorum UDB008897 Cortinarius alnetorum GQ159796 99.65 Sal15 S. daphnoides Peziza sp. 2 UDB008898 Peziza badia DQ384574 97.16 Sal15 S. daphnoides

Cortinarius junghuhnii UDB008899 Cortinarius junghuhnii HQ604725 98.44 Sal15 S. daphnoides Lactarius sp. 1 UDB008900 Lactarius cyathuliformis UDB011523 95.73 Sal15 S. daphnoides Thelephoraceae sp. 6 UDB008901 Thelephoraceae sp FN669257 99.24 Sal15 S. daphnoides Inocybe sp. 3 UDB008902 Inocybe cf flocculosa AM882992 94.55 Sal15 S. daphnoides Genabea fragilis 2 UDB008903 Genabea fragilis JF908763 98.41 Sal15 S. daphnoides Peziza sp. 1 UDB008904 Peziza badia DQ384574 95.64 Sal15 S. daphnoides Tuber maculatum UDB008905 Tuber maculatum AJ969627 99.69 Sal16 Salix viminalis Craterellus sp. UDB008906 Craterellus cornucopioides UDB000053 82.76 Sal16 S. viminalis Tarzetta sp. UDB008907 Tarzetta sp. AJ969614 88.79 Sal16 S. viminalis Genabea fragilis 1 UDB008908 Genabea fragilis JF908763 99.65 Sal16 S. viminalis Tomentella sp. 20 UDB008909 Tomentella ellisii UDB011603 95.78 Sal17 Salix aurita Alnicola macrospora UDB008910 Alnicola macrospora AY900108 99.86 Sal17 S. aurita Cenococcum sp. UDB008911 Cenococcum geophilum DQ179119 97.93 Sal17 S. aurita Peziza sp. 2 UDB008912 Peziza badia DQ384574 97.16 Sal17 S. aurita Cenococcum sp. UDB008913 Cenococcum geophilum DQ179119 97.93 Sal17 S. aurita Parascutellinia sp. 2 UDB008924 Scutellinia colensoi AY220830 85.31 Sal19 Salix triandra Sordariales sp. 2 UDB008925 Coniochaeta sp. JN225913 82.00 Sal19 S. triandra Porosphaerella Sordariales sp. 1 UDB008926 cordanophora JN689975 83.00 Sal19 S. triandra Tomentella sp. 3 UDB008927 Tomentella sp. AJ534912 95.00 Sal19 S. triandra Cortinarius junghuhnii UDB008928 Cortinarius junghuhnii HQ604725 98.44 Sal19 S. triandra Peziza sp. 1 UDB008929 Peziza badia DQ384574 95.64 Sal19 S. triandra Tomentella sp. 19 UDB008930 Tomentella ellisii UDB011603 96.00 Sal19 S. triandra Hebeloma longicaudum UDB008931 Hebeloma longicaudum FJ872063 98.00 Sal19 S. triandra Hebeloma sp. 1 UDB008932 Hebeloma pusillum UDB011806 97.02 Sal19 S. triandra

Peziza sp. 3 UDB008933 Peziza badia DQ384574 95.79 Sal19 S. triandra Parascutellinia sp. 1 UDB008934 Parascutellinia sp. JX316664 100.00 Sal19 S. triandra Tomentella sp. 24 UDB008914 Tomentella sp. HQ215810 96.28 Sal18 Salix pentandra Genabea fragilis 1 UDB008915 Genabea fragilis JF908763 99.65 Sal18 S. pentandra Porosphaerella Sordariales sp. 1 UDB008916 cordanophora JN689975 83.00 Sal18 S. pentandra Thelephoraceae sp. 2 UDB008917 Thelephoraceae sp FN669279 94.79 Sal18 S. pentandra Hebeloma sp. 4 UDB008918 Hebeloma pusillum UDB011806 96.38 Sal18 S. pentandra Tuber sp. 6 UDB008919 Tuber quercicola JN022528 79.39 Sal18 S. pentandra Sebacina sp. 3 UDB008920 Sebacina aff. epigaea EU819519 95.00 Sal18 S. pentandra Hebeloma sp. 3 UDB008921 Hebeloma incarnatulum AF430291 95.67 Sal18 S. pentandra Genea hispidula UDB008922 Genea hispidula JF908019 99.77 Sal18 S. pentandra Tomentella sp. 10 UDB008923 Tomentella coerulea UDB011598 95.13 Sal18 S. pentandra Genabea fragilis 2 UDB008942 Genabea fragilis JF908763 98.41 Sal20 Salix pentandra Tomentella sp. 2 UDB008943 Tomentella sp. EF655702 94.00 Sal20 S. pentandra Tomentella sp. 10 UDB008944 Tomentella coerulea UDB011598 95.13 Sal20 S. pentandra Inocybe sp. 6 UDB008945 Inocybe aff xanthomelas HQ586861 97.09 Sal20 S. pentandra Inocybe sp. 1 UDB008946 Inocybe geophylla JF899559 96.42 Sal20 S. pentandra Laccaria sp. 1 UDB008947 Laccaria proxima UDB011535 97.29 Sal20 S. pentandra Genabea fragilis 2 UDB008948 Genabea fragilis JF908763 98.41 Sal20 S. pentandra Tuber sp. 3 UDB008949 Tuber sphaerosporum FJ809853 91.60 Sal20 S. pentandra Tomentella sp. 19 UDB008950 Tomentella sp. AF430289 94.00 Sal20 S. pentandra Porosphaerella Sordariales sp. 1 UDB008951 cordanophora JN689975 83.00 Sal20 S. pentandra Tomentella sp. 12 UDB008952 Tomentella coerulea UDB011598 97.00 Sal20 S. pentandra Tuber sp. 1 UDB008953 Tuber sp. EU379679 99.49 Sal21 Salix fragilis

Sebacina sp. 2 UDB008954 Sebacina sp. FN669251 96.18 Sal21 S. fragilis Tuber sp. 4 UDB008955 Tuber sp. FJ809850 96.34 Sal21 S. fragilis Meliniomyces sp. UDB008956 Cadophora finlandica EF093179 97.00 Sal21 S. fragilis Tomentella sp. 12 UDB008957 Tomentella coerulea UDB011598 97.00 Sal21 S. fragilis Cenococcum sp. UDB008958 Cenococcum geophilum DQ179119 97.93 Sal21 S. fragilis Tomentella bryophila UDB008959 Tomentella bryophila AJ889981 99.51 Sal21 S. fragilis Wilcoxina rehmii UDB008960 Wilcoxina rehmii DQ069001 99.00 Sal21 S. fragilis Humaria hemisphaerica UDB008961 Humaria hemisphaerica UDB000988 99.40 Sal21 S. fragilis Sebacina sp. 1 UDB008962 Sebacina sp. DQ974767 93.25 Sal22 Salix fragilis Tomentella sp. 7 UDB008963 Tomentella sp. AF430289 94.00 Sal22 S. fragilis Entoloma sp. 2 UDB008964 Entoloma korhonenii UDB011454 96.86 Sal22 S. fragilis Populus Inocybe cervicolor UDB008797 Inocybe cervicolor UDB011612 99.79 Pop1 berolinensis Thelephoraceae sp. 3 UDB008798 Thelephoraceae sp. FN669279 94.00 Pop1 P. berolinensis Cortinarius alnetorum UDB008799 Cortinarius alnetorum GQ159796 99.65 Pop1 P. berolinensis Russula queletii UDB008800 Russula queletii JF908668 100.00 Pop1 P. berolinensis Wilcoxina rehmii UDB008801 Wilcoxina rehmii DQ069001 99.00 Pop1 P. berolinensis Sebacina sp. 2 UDB008802 Sebacina sp. FN669251 96.18 Pop1 P. berolinensis Paxillus sp. UDB008803 Paxillus involutus HQ604826 96.30 Pop1 P. berolinensis Cenococcum sp. UDB008804 Cencoccum geophilum DQ179119 97.93 Pop1 P. berolinensis Thelephoraceae sp. 8 UDB008805 Thelephoraceae sp. FN669257 93.23 Pop1 P. berolinensis Tomentella sp. 25 UDB008806 Tomentella sp. UDB001489 95.15 Pop1 P. berolinensis Inocybe sp. 2 UDB008807 Inocybe langei UDB011867 91.83 Pop1 P. berolinensis Thelephoraceae sp. 4 UDB008808 Thelephoraceae sp. FN669279 96.70 Pop2 Populus alba Otidea sp. UDB008809 Otidea bufonia JN942767 92.87 Pop2 P. alba

Humaria sp. UDB008810 Humaria hemisphaerica DQ200832 95.64 Pop2 P. alba Inocybe cf fuscidula UDB008811 Inocybe cf fuscidula AM882842 99.37 Pop2 P. alba Inocybe glabrescens UDB008812 Inocybe glabrescens HQ604514 98.91 Pop2 P. alba Tomentella sp.7 UDB008813 Tomentella coerulea UDB011598 95.78 Pop2 P. alba Tomentella sp. 1 UDB008814 Tomentella coerulea UDB011598 94.74 Pop2 P. alba Inocybe cervicolor UDB008815 Inocybe cervicolor UDB011612 99.79 Pop2 P. alba Inocybe sp. 7 UDB008816 Inocybe geophylla HQ604300 87.38 Pop2 P. alba Hebeloma sp. 2 UDB008817 Hebeloma incarnatulum AF430291 96.29 Pop2 P. alba Tomentella sp. 8 UDB008818 Tomentella coerulea UDB011598 95.05 Pop2 P. alba Populus Hebeloma incarnatulum UDB008819 Hebeloma incarnatulum AF430291 99.79 Pop3 berolinensis Cortinarius alnetorum UDB008820 Cortinarius alnetorum GQ159796 99.65 Pop3 P. berolinensis Tomentella sp. 10 UDB008821 Tomentella coerulea UDB011598 95.13 Pop3 P. berolinensis Sebacina epigaea UDB008822 Sebacina epigaea AF490397 98.53 Pop3 P. berolinensis Tomentella sp. 4 UDB008823 Tomentella sp. AF430289 94.00 Pop3 P. berolinensis Tomentella bryophila UDB008824 Tomentella bryophila AJ889981 99.51 Pop3 P. berolinensis Tomentella sp. 17 UDB008825 Tomentella sp. AF430289 94.00 Pop3 P. berolinensis Cortinarius alnetorum UDB008826 Cortinarius alnetorum GQ159796 99.65 Pop4 Populus alba Thelephoraceae sp. 1 UDB008827 Thelephoraceae sp. FN669257 94.00 Pop4 P. alba Thelephoraceae sp. 5 UDB008828 Thelephoraceae sp. FN669257 94.05 Pop4 P. alba Entoloma sp. 1 UDB008829 Entoloma sp. UDB008226 99.75 Pop4 P. alba Peziza ostracoderma UDB008830 Peziza ostracoderma EU819461 98.37 Pop4 P. alba Tomentella sp. 5 UDB008831 Tomentella coerulea UDB011598 95.78 Pop4 P. alba Pseudotomentella sp. 2 UDB008832 Pseudotomentella atrofusca UDB001616 96.75 Pop4 P. alba Thelephoraceae sp. 5 UDB008833 Thelephoraceae sp. FN669257 94.05 Pop4 P. alba

Inocybe langei UDB008834 Inocybe langei JF908138 99.83 Pop4 P. alba Inocybe sp. 8 UDB008835 Inocybe cf flocculosa AM882992 94.98 Pop4 P. alba Tomentella sp. 5 UDB008836 Tomentella coerulea UDB011598 95.78 Pop5 Populus suaveolens Tomentella sp. 26 UDB008837 Tomentella coerulea UDB011598 93.81 Pop5 P. suaveolens Tarzetta sp. UDB008838 Tarzetta sp. AJ969614 88.79 Pop5 P. suaveolens Laccaria sp. 1 UDB008839 Laccaria proxima UDB011535 97.29 Pop5 P. suaveolens Tomentella sp. 27 UDB008840 Tomentella coerulea UDB011598 94.36 Pop5 P. suaveolens Inocybe melliolens UDB008841 Inocybe melliolens FJ904148 99.78 Pop5 P. suaveolens Tomentella sp. 28 UDB008842 Tomentella coerulea UDB011598 96.15 Pop5 P. suaveolens Thelephoraceae sp. 9 UDB008843 Thelephoraceae sp. FN669259 94.83 Pop5 P. suaveolens Cortinarius alnetorum UDB008844 Cortinarius alnetorum GQ159796 99.65 Pop5 P. suaveolens Tomentella sp. 13 UDB008845 Tomentella coerulea UDB011598 95.65 Pop5 P. suaveolens Lactarius sp. 2 UDB008846 Lactarius torminosus UDB011509 96.42 Pop5 P. suaveolens Tomentella sp. 9 UDB008847 Tomentella cinereoumbrina UDB011602 95.43 Pop5 P. suaveolens Inocybe sp. 2 UDB008848 Inocybe langei UDB011867 91.83 Pop5 P. suaveolens Populus Hebeloma sp. 2 UDB008849 Hebeloma incarnatulum AF430291 96.29 Pop6 balsamifera Tomentella sp. 15 UDB008850 Tomentella sp. UDB001489 93.29 Pop6 P. balsamifera Tuber maculatum UDB008851 Tuber maculatum AJ969627 99.69 Pop6 P. balsamifera Tuber rufum UDB008852 Tuber rufum FM205690 100.00 Pop6 P. balsamifera Cortinarius alnetorum UDB008853 Cortinarius alnetorum GQ159796 99.65 Pop6 P. balsamifera Hebeloma sp. 1 UDB008854 Hebeloma pusillum UDB011806 97.02 Pop6 P. balsamifera Cenococcum sp. UDB008855 Cenococcum geophilum DQ179119 97.93 Pop6 P. balsamifera Lactarius sp. 2 UDB008856 Lactarius torminosus UDB011509 96.42 Pop6 P. balsamifera Tuber maculatum UDB008857 Tuber maculatum AJ969627 99.69 Pop6 P. balsamifera

Cortinarius saniosus UDB008785 Cortinarius saniosus DQ102681 99.66 Pop7 Populus tremula Lactarius sp. 1 UDB008786 Lactarius cyathuliformis UDB011523 95.73 Pop7 P. tremula Meliniomyces bicolor UDB008787 Meliniomyces bicolor AY394885 98.00 Pop7 P. tremula Lactarius sp. 1 UDB008788 Lactarius cyathuliformis UDB011523 95.73 Pop7 P. tremula Ceratobasidium sp. UDB008789 Ceratobasidium sp. EU218894 88.00 Pop7 P. tremula Cortinarius cf balteatus UDB008790 Cortinarius cf balteatus FJ157117 98.71 Pop7 P. tremula Inocybe tetragonospora UDB008791 Inocybe tetragonospora AM882748 99.43 Pop7 P. tremula Cenococcum sp. UDB008792 Cenococcum geophilum DQ179119 97.93 Pop7 P. tremula Hebeloma sp. 3 UDB008793 Hebeloma incarnatulum AF430291 95.67 Pop7 P. tremula Russula sp. 1 UDB008794 Russula gracilis FJ845431 95.24 Pop7 P. tremula Cortinarius saniosus UDB008795 Cortinarius saniosus DQ102681 99.66 Pop7 P. tremula Tomentella sp. 20 UDB008796 Tomentella ellisii UDB011603 95.78 Pop7 P. tremula Meliniomyces sp. UDB005018 Cadophora finlandica EF093179 97.00 Pop8 Populus tremula Cenococcum sp. UDB005020 Cenococcum geophilum DQ179119 97.93 Pop8 P. tremula Inocybe sp.9 UDB005025 Inocybe nitidiuscula HQ604245 89.17 Pop8 P. tremula Pachyphloeus sp. UDB005026 Pachyphloeus melanoxanthus EU543194 90.72 Pop8 P. tremula Tomentella sp. 32 UDB005030 Tomentella albomarginata UDB011601 91.50 Pop8 P. tremula Tomentella sp. 29 UDB005031 Tomentella cinereoumbrina UDB011602 95.38 Pop8 P. tremula Piloderma fallax UDB005109 Piloderma fallax DQ179125 98.32 Pop8 P. tremula Inocybe sp. 10 UDB005145 Inocybe lacera var helobia HQ604334 87.21 Pop8 P. tremula Tomentella sp. 31 UDB005175 Tomentella coerulea UDB003307 93.72 Pop8 P. tremula Cortinarius subsertipes UDB005210 Cortinarius subsertipes HQ604715 99.77 Pop8 P. tremula Tomentella sp. 30 UDB005248 Tomentella sp. AJ534913 99.41 Pop8 P. tremula

Lisa 2. Proovialade andmed

Lisas on toodud koondandmed proovide kohta.

Sulgudes märgitud liigi epiteet pajuliikidel tähendab ebakindlat määrangut.

Lisa 2. Proovialade koondandmed.

mulla koordinaadid veerežiim mulla org. Log Indiviidi Peremeestaime üleujutus mullaosakeste pH aine org tähis liik kasvuvorm N E kohanimi kuudes lõimis suurus H2O % aine Sal1 Salix caprea puu 58,3762 22,9151 Saaremaa 0 kruus 3 7,41 4,743 0,676 Sal2 Salix (dasyclades) põõsas 58,2672 27,3058 Järvselja 4 savi 0 6,48 38,346 1,584 Sal3 Salix cinerea põõsas 58,2336 26,4225 Supilinna tiik 9 liivsavi 1 6,14 16,604 1,220 Sal4 Salix alba puu 58,2343 26,4206 Tähtvere rand 4 liiv 2 7,21 35,568 1,551 Sal5 Salix fragilis puu 58,2151 26,545 Sirgu küla 3 (liiv)savi 1 6,4 23,91 1,379 Sal6 Salix cinerea põõsas 58,215 26,5445 Sirgu küla 4 savi 0 6,81 15,479 1,190 Sal7 Salix fragilis puu 58,39368 26,7373 Raadi 0 liiv 2 7,43 7,064 0,849 Sal8 Salix phylicifolia põõsas 57,5122 27,0452 Puura-Tamme 2 (liiv)savi 1 6,3 6,083 0,784 Sal9 Salix cinerea puu 58,4219 26,5829 Tüki 1 (savi)liiv 1 6,1 91,253 1,960 Sal10 Salix alba puu 58,43687 26,6511 Vorbuse 2 liiv 2 6,54 10,609 1,026 Sal11 Salix cinerea puu 58,262 26,1601 Sillaotsa-Selli 7 turvas 0 4,74 94,84 1,977

Sal12 Salix (starkeana) põõsas 58,2624 26,16 Sillaotsa-Selli 7 turvas 0 4,65 87,91 1,944 Sal13 Salix triandra põõsas 58,57754 26,7485 Vedu 1 kruus 3 6,99 21,554 1,334 Sal14 Salix caprea puu 58,28486 26,3668 Põrguauk 0 kruus 3 7,05 13,458 1,129 Sal15 Salix (daphnoides) puu 58,27651 26,3528 Vahessaare 0 liiv 2 7,6 3,883 0,589 Sal16 Salix viminalis põõsas 58,1948 26,7908 Sirvaku 0 kruus 3 7,28 5,482 0,739 Sal17 (Salix aurita) põõsas 58,2555 27,0242 Virksimetsa 9 savi 0 4,66 10,017 1,001 Sal18 Salix triandra põõsas 58,3939 26,709 Ülejõe rand 6 liiv 2 7,28 13,39 1,127 Sal19 Salix pentandra puu 58,3201 26,4837 Keeri 1 liiv 2 7,77 2,291 0,360 Sal20 Salix pentandra puu 58,39709 25,9771 Oiu 2 savi 0 6,95 20,498 1,312 Sal21 Salix fragilis puu 57,9671 24,4043 Lemme 0 liiv 2 6,57 5,414 0,734 Sal22 Salix (dasyclades) põõsas 58,46108 26,8116 Lülli 5 savi 0 5,21 60,508 1,782 Sal23 Salix alba puu 58,3415 26,7754 Luunja 11 savi 0 7,82 3,582 0,554 Populus Pop1 berolinensis puu 58,32114 26,3915 Härjanurme 0 saviliiv 2 7,06 8,631 0,936 pop2 Populus alba puu 58,36346 26,669 Eerika 0 saviliiv 2 6,86 11,397 1,057 Populus Pop3 berolinensis puu 58,06918 27,0928 Põlva 0 saviliiv 2 7,41 7,201 0,857 Pop4 Populus alba puu 58,39517 26,7359 Raadi park 0 saviliiv 2 6,62 7,448 0,872 Populus Pop5 suaveolens puu 58,39174 25,7656 Tusti 0 liiv 2 7,2 7,56 0,879 Populus Pop6 basamifera puu 58,39599 26,7566 Raadi 0 saviliiv 2 7,44 9,572 0,981 Aspen1 Populus tremula puu 58,36517 26,6225 Haage 5 saviliiv 2 4,78 30,591 1,486 Aspen2 Populus tremula puu 58,28342 27,3231 Järvselja 2 saviliiv 2 4,75 27,996 1,447

Lisa 3. Pildid ektomükoriisadest

Lisa 3. Foto 1. Cortinarius alnetorum ektomükoriisa liigil Salix cinerea.

Lisa 3. Foto 2. Genabia fragilis 1 ektomükoriisa liigil Salix pentandra.

Lisa 3. Foto 3. Parascutellininia sp. 1 ektomükoriisa liigil Salix fragilis.

Lisa 3. Foto 4. Tomentella sp. 11 ektomükoriisa liigil Salix fragilis.

Lihtlitsents lõputöö reprodutseerimiseks ja lõputöö üldsusele kättesaadavaks tegemiseks

Mina Marit Mett

(sünnikuupäev: 27.12.1985 )

annan Tartu Ülikoolile tasuta loa (lihtlitsentsi) enda loodud teose

“Peremeestaime, veerežiimi ja mulla omaduste mõju pajuliste ektomükoriisale“, mille juhendajateks on

Leho Tedersoo ja Mohammad Bahram

reprodutseerimiseks säilitamise ja üldsusele kättesaadavaks tegemise eesmärgil, sealhulgas digitaalarhiivi DSpace-is lisamise eesmärgil kuni autoriõiguse kehtivuse tähtaja lõppemiseni;

üldsusele kättesaadavaks tegemiseks Tartu Ülikooli veebikeskkonna kaudu, sealhulgas digitaalarhiivi DSpace´i kaudu kuni autoriõiguse kehtivuse tähtaja lõppemiseni.

Olen teadlik, et punktis 1 nimetatud õigused jäävad alles ka autorile.

Kinnitan, et lihtlitsentsi andmisega ei rikuta teiste isikute intellektuaalomandi ega isikuandmete kaitse seadusest tulenevaid õigusi.

Tartus, 27. mai 2013 Marit Mett