UNIVERSIDADE FEDERAL DE SANTA CATARINA CENTRO DE CIÊNCIAS BIOLÓGICAS DEPARTAMENTO DE BIOLOGIA CELULAR, EMBRIOLOGIA E GENÉTICA CURSO DE CIÊNCIAS BIOLÓGICAS

Jéssica Imperico Maciel

REVISÃO BIBLIOGRÁFICA DE ESPÉCIES DE PEIXES IDENTIFICADAS COM O AUXÍLIO DO GENE COI NAS AMÉRICAS

Florianópolis 2021

Jéssica Imperico Maciel

REVISÃO BIBLIOGRÁFICA DE ESPÉCIES DE PEIXES IDENTIFICADAS COM O AUXÍLIO DO GENE COI NAS AMÉRICAS

Trabalho Conclusão do Curso de Graduação em Ciências Biológicas do Centro de Ciências Biológicas da Universidade Federal de Santa Catarina como requisito para a obtenção do título de Bacharel em Ciências Biológicas. Orientador: Prof. Drª. Andrea Rita Marrero.

Florianópolis 2021

Jéssica Imperico Maciel

REVISÃO BIBLIOGRÁFICA DE ESPÉCIES DE PEIXES IDENTIFICADAS COM O AUXÍLIO DO GENE COI NAS AMÉRICAS

Este Trabalho Conclusão de Curso foi julgado adequado para obtenção do Título de “Bacharel em Ciências Biológicas” e aprovado em sua forma final pelo Curso Ciências Biológicas.

Local, 15 de Abril de 2021.

Prof. Dr. Carlos Roberto Zanetti Coordenador do Curso

Banca Examinadora:

Prof.(a) Dr.(a) Andrea Rita Marrero Orientadora Universidade Federal de Santa Catarina

Prof. Dr. Carlos José de Carvalho Pinto Avaliador Universidade Federal de Santa Catarina

Prof. Dr. Renato Hajenius Aché de Freitas Avaliador Universidade Federal de Santa Catarina

Este trabalho é dedicado à minha mãe, às minhas dindas e aos meus amigos.

AGRADECIMENTOS

Gostaria de agradecer à minha família, especialmente, à minha mãe e minhas dindas por todo o apoio, amparo e por sempre me incentivarem a seguir estudando biologia. À minha orientadora, Drª Andrea Rita Marrero, por ter me acolhido no laboratório e acreditado em mim. Por ser essa grande pesquisadora como também pessoa que em tantos momentos esteve ao meu lado me motivando e encorajando. Obrigada por tanto apoio, pelos valiosos ensinamentos, pelas risadas e lágrimas compartilhadas e por toda essa caminhada juntas que me fizeram crescer como ser humano. Aos membros da banca examinadora, que gentilmente aceitaram participar e contribuir com este trabalho. Aos meus amigos da vida Ana Luiza Hemb, Carolina Dias, Lucas Aparecido, Carolina Biasi, Aline Linhares Bilck, Ana Paola Fernandes, Márcia Pancieira, Henrique Almeida, Carlos Alberto Filho e Mayara da Ventura Barbosa por terem aguentado todas as minhas lamentações e por diversas vezes me escutado sempre me acolhendo e incentivando a completar mais essa etapa. Obrigada por terem sido meu alicerce neste momento. Aos amigos que a biologia me proporcionou Larissa Daminelli, Sabrina Gonçalves, Deonir Batista, Marina Amorin, Luisa Ribeiro, David Leiroza, Ana Cristina Lima, Mariana Lima, Paula Grassi, Wilker Cavalcante, Luiza Machado, Gabriela Pinto e Karina Vieira por terem me apoiado durante esses longos anos, dividindo os momentos de desespero, compartilhando risadas e transformando este momento da graduação em lembranças inesquecíveis. À Universidade Federal de Santa Catarina e a todos os funcionários e colaboradores que me propiciaram a oportunidade de me formar no curso de Ciências Biológicas, e a toda a comunidade acadêmica, em especial aos meus mestres por todos os ensinamentos adquiridos durantes estes anos.

RESUMO

O DNA barcode tem sido utilizado com sucesso na identificação de várias espécies, com um alto nível de precisão. Visto que os sistemas taxonômicos convencionais baseados em morfologia se mostram defasados, vagarosos e imprecisos na correta classificação dos seres vivos. Dado que estudos de identificação de espécies, relações filogenéticas e análises de produtos alimentares, não conseguem basear-se somente nas características externas para a correta análise dos indivíduos, faz-se necessário a utilização de métodos analíticos mais sensíveis. Neste contexto, marcadores moleculares vêm sendo utilizados para uma identificação mais precisa das espécies analisadas, desde estudos de levantamento de fauna até comercialização e fraude na comercialização de espécies. O DNA barcoding é uma das técnicas moleculares amplamente difundidas e nela a região do gene mitocondrial COI é o fragmento responsável pela delimitação e identificação das espécies. Desta forma, através de um levantamento sistemático na bibliografia, este trabalho tem como objetivo quantificar os artigos que usam a COI como marcador molecular de espécies de peixes identificadas nas Américas. Foi realizado um levantamento no banco de dados online PubMed, usando o operador AND, com 19 combinações de palavras-chave em inglês. Após uma seleção feita com base no título e abstract foram selecionados 413 artigos, destes 109 foram selecionados após sua leitura integral e por apresentar a COI como identificador de espécies de peixes nas Américas, onde 58 foram realizados em território brasileiro. Dentre os 109 artigos selecionados apenas 14 são referentes a fraudes alimentares, onde novamente o país apontado com maior número de investigações foi o Brasil. Das espécies analisadas em casos de fraudes, 55 mostravam-se com algum risco na Red List e 51 apresentaram dados insuficientes. Estes resultados mostram a necessidade de investimento em pesquisas com marcadores moleculares para maior precisão na identificação de espécies, gerando dados que são importantes para a conservação e quantificação da biodiversidade.

Palavras-chave: DNA barcode. Fraude. Espécies ameaçadas.

ABSTRACT

The DNA barcode has been used with success in the identification of several species, with a high level of precision. Since conventional taxonomic systems based on morphology are outdated, slow and imprecise in the correct classification of living beings. Given that studies of species identification, phylogenetic relationships and analysis of food products, are not able to rely only on external characteristics for the correct analysis of individuals, it is necessary to use more sensitive analytical methods.In this context, molecular markers have been used for a more accurate identification of the analyzed species, from studies of fauna surveys to commercialization and fraud in the food industry. DNA barcoding is one of the widespread molecular techniques, in which the region of the mitochondrial gene COI is the fragment responsible for the delimitation and identification of species. Through a systematic survey in the bibliography, this work aims to quantify the articles that use COI as a molecular marker of fish species identified in the Americas. The search was performed in the PubMed online database, using the AND operator, with 19 combinations of keywords in English. After a selection made based on the title and abstract, 413 articles were selected, of these 109 were selected after their full reading and for presenting the IOC as an identifier of fish species in the Americas, where 58 were carried out in Brazilian territory. Among the 109 articles selected, only 14 refer to food fraud, where again the country pointed out with the greatest number of investigations was Brazil. Of the species analyzed in fraud cases, 55 showed some risk in the Red List and 51 presented insufficient data.Showing the need for investment in research with molecular markers for greater precision in the identification of species, generating data that are important for the conservation and quantification of biodiversity.

Keywords: DNA barcode. Fraud. Endangered species.

LISTA DE FIGURAS

Figura 1 – Quantidade de artigos encontrados por país...... 22 Figura 2 – Quantidade de artigos encontrados por ano...... 22

LISTA DE QUADROS

Quadro 1 – Artigos que utilizam a COI para investigação de fraudes alimentares...... 23 Quadro 2 – Espécies identificadas em casos de fraudes alimentares e seu grau de ameaça segundo a IUCN...... 26

LISTA DE TABELAS

Tabela 1 – Combinação de palavras-chave utilizadas nas buscas pela literatura...... 19 Tabela 2 – Resultado das buscas por palavras-chaves no banco de dados PubMed...... 21

LISTA DE ABREVIATURAS E SIGLAS

COI Citocromo oxidase subunidade I DNA Ácido Desoxirribonucleico (do inglês deoxyribonucleic acid) EX Extintas (do inglês extinct) IUCN International Union for Conservation of Nature LC Menos Preocupante (do inglês Least Concern) ONU Organização das Nações Unidas PB Pares de base RAPD13 Random Amplified Polymorphic DNA RFLP Restriction Fragment Lentgh Polymorphism

SUMÁRIO

1 INTRODUÇÃO ...... 13 1.1 OBJETIVOS ...... 18

1.1.1 Objetivo Geral ...... 18

1.1.2 Objetivos Específicos ...... 18

2 MATERIAL E MÉTODOS ...... 19 2.1 COLETA DE DADOS ...... 19

3 RESULTADOS ...... 21 4 DISCUSSÃO ...... 29 5 CONSIDERAÇÕES FINAIS ...... 32 REFERÊNCIAS ...... 33

APÊNDICE A – ARTIGOS SELECIONADOS ...... 37

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1 INTRODUÇÃO

O termo taxonomia foi utilizado pela primeira vez em 1735 pelo cientista e médico sueco Karl Von Linné, se tornando conhecido no campo da biologia, o termo se origina do grego, taxis (ordem), e nomos (lei, norma) (AGANETTE et al., 2010). Os estudos taxonômicos utilizam um esquema hierárquico para classificar os seres vivos, iniciando-se pelos Reinos que são divididos em Filos, e então em Classes, Ordens, Famílias, Gêneros e Espécies, tornando-se assim a base para a classificação dos organismos (GODFRAY, 2002). Este sistema vem sofrendo diversas modificações desde a sua criação, formado por um conjunto de regras e princípios complexos que é organizado por uma comissão especial e está publicada na forma de um manual de códigos (RAPINI, 2004). Estima-se que o número de espécies eucariotas seja aproximadamente de 8,7 milhões, sendo que dentre estas cerca de 2,2 milhões sejam de espécies aquáticas e que apenas 1,2 milhões tenham sido catalogadas ou descritas. Desta forma ainda aguardam descrição taxonômica cerca de 86% das espécies terrestres e 91% das espécies de ambiente aquático. Devido ao grande número de espécies existentes e a quantidade limitada de taxonomista estima- se que seriam necessários 1200 anos e aproximadamente 303 mil taxonomistas para descrever todos os organismos existentes. Mostrando como os avanços dentro das descrições taxonômicas podem ser lentos e ineficazes quando se avalia os rápidos ciclos de extinção de alguns grupos, gerando o desconhecimento de muitos organismos pela ciência (MORITZ & CICERO, 2004; RAPINI, 2004; DAYRAT, 2005; MORA et al., 2011). A metodologia tradicional de identificação taxonômica se mostra muitas vezes trabalhosa durante seu processo, visto que há uma demanda de tempo para as coletas de espécimes, tempo de estudos de morfologia, ecologia e distribuição de cada táxon, necessidade de financiamento para projetos e tempo para comparações de indivíduos depositados em museus (HEBERT et al., 2003; MORITZ & CICERO, 2004; RAPINI, 2004; DAYRAT, 2005). Lembrando ainda a dificuldade de interpretação das chaves taxonômicas, erros de identificação devido a variabilidade genética dos caracteres empregados na identidade das espécies e a plasticidade fenotípica, além da incapacidade de identificação de indivíduos em estágios imaturos (HEBERT et al., 2003). Devido a isto vem se pesquisando principalmente no campo da genética métodos que possam auxiliar e acelerar as descrições taxonômicas, neste sentido os avanços das técnicas moleculares são muito promissores, visto que se mostram eficientes na 14 identificação de espécies em diversos grupos e nos diversos estágios de desenvolvimento (HEBERT et al., 2003; MORITZ & CICERO, 2004). Estudos com marcadores moleculares são promissores para a taxonomia e começaram a surgir em 1960, com as aloenzimas. Entretanto, essas enzimas possuem algumas desvantagens, entre elas que não adquirirem em sua formação todas as mutações que podem ocorrer no DNA (FREELAND, 2005; SCHLÖTTERER, 2004). Posteriormente na década de 80 foram desenvolvidos os primeiros marcadores de DNA como RFLP (Restriction Fragment Lentgh Polymorphism) e RAPD 13 (Random Amplified Polymorphic DNA). E mais recentemente foram descobertos os marcadores moleculares genômicos de origem nuclear e mitocondrial (BUENO-SILVA, 2012). Em diversos filos animais (Annelida, Chordata, Echinodermata, Nematoda, Platelminto, Arthropoda, Mollusca) vem se avaliando o potencial do marcador molecular Citocromo Oxidase subunidade I (COI), como ferramenta para a taxonomia de espécies. Este apresentou uma precisão e confiabilidade de 96% na identificação das espécies analisadas. Este método promissor na identificação de espécies animais chamado Barcode (código de barras) utiliza de um fragmento curto do gene mitocondrial que é constituído por 1000 pares de base (pb), onde em média 650 pb são utilizados para a análise de diferenciação taxonômica (HEBERT et al., 2004, CLARE, et al., 2007; PEREIRA, et al., 2013; ANDREAKIS, et al., 2015). Herbet et al. (2003) demonstraram que a COI é como um "código de barras” semelhantes àqueles utilizados em produtos do comércio, com 10 números alternados em 11 posições que geram 100 bilhões de combinações exclusivas. O DNA Barcode poderia servir como identificadores exclusivos para todas as espécies de seres vivos, uma vez que este sistema alterna nucleotídeos em quatro posições diferentes com um número muito maior de sítios disponíveis. Como atualmente são conhecidas apenas 15 milhões de espécies, essa formulação de códigos permite que cada táxon, seja identificado por uma sequência única de DNA. Por utilizar-se de um gene mitocondrial, este possui características peculiares, como aparentemente ausência de íntrons e recombinações, muitas cópias por células, herança uniparental materna e taxas mutacionais e evolutivas diferentes para cada espécie (AZEREDO, 2005). Desta forma o DNA barcode se torna uma ferramenta para estudar, identificar e catalogar espécimes fazendo com que seja possível compreender a diversidade de espécies dentro de um ecossistema, conseguindo desta forma avaliar a variabilidade genética dentro das espécies (KRISHNAMURTHY & FRANCIS, 2012). 15

No século XXI um dos maiores problemas ambientais enfrentados é a redução de forma acentuada na biodiversidade do planeta, resultando em uma taxa anormal de extinção de espécies (CHAPIN et al., 2000). Os países vêm enfrentando um sério problema de perda da diversidade biológica, principalmente em ambientes aquáticos (MOYLE & LEIDY, 1994) e a intensa exploração pesqueira em todas suas modalidades têm desencadeado processos de sobrepesca ou ameaça de extinção em várias espécies (ROSA & LIMA, 2008). A pesca é um catalisador para a perda de diversidade biológica. O termo “estoque pesqueiro” possui uma conceituação muito ampla, variando de acordo com a sua finalidade ou com quem o define. Para fins comerciais, por exemplo, pode-se definir como um grupo de peixes explorados em uma determinada área ou através de um método de captura específica, sem considerar os benefícios de sua preservação a longo prazo. Devido às pressões políticas e socioculturais pela ampliação de locais de captura, desencadeou-se a exploração indiscriminada de estoques pesqueiros comprometendo as populações de diversas espécies (CARVALHO & HAUSER,1995). A ciência ligada às atividades pesqueiras tem dificuldade em desenvolver respostas adequadas e sustentáveis, provocando um problema na gestão dos recursos marinhos a nível mundial. O estoque pesqueiro depara-se com grande parte dos seus recursos esgotados, explorados, ou em processo de recuperação (DIAS-NETO, 2010). A superexploração do recurso e os altos investimentos na indústria da pesca fazem com que a comunidade internacional reconheça a dificuldade dos esforços na conservação (FAO, 2014). Concomitante à superexploração, há ainda problemas na autenticação de produtos de origem animal na indústria de alimentos, relacionada principalmente à indústria de pescados (LEHR et al, 2013). É estimado pela Organização Mundial da Saúde (ONU) pelo menos 200 casos de fraudes e de contaminação em grandes proporções por ano. O que demonstra para a instituição, a dificuldade na garantia de qualidade e segurança dos alimentos. Desta forma se faz necessário utilizar todas as tecnologias para a garantia da qualidade dos produtos. O que demonstra a importância em detectar produtos que possuam rotulagem incorreta e daqueles com qualidade inferior. Também tentam garantir assim os direitos do consumidor que escolhe um produto em razão de suas crenças ou filosofias pessoais (VELOSO et al., 2002). Como a identificação de espécies para a venda comercial ocorre normalmente baseada em características morfológicas externas, como contagem, posição e tipos de barbatanas, tamanho, padrão de cores ou outras medições corporais. Este método pode ser falível, visto que algumas características morfológicas podem apresentar variações intraespecíficas 16 consideráveis (CALLEJAS & OCHANDO, 2001). Muitas vezes estas características externas são removidas durante a etapa de processamento, como na venda de filés ou de produtos processados, descaracterizando os espécimes e dificultando a identificação (RASMUSSEN et al., 2009). Atualmente é muito comum a utilização de marcadores genéticos em análises forenses, normalmente na identificação de suspeitos humanos em investigações criminais (HUMMEL, 2003). Mais recentemente vem se desenvolvendo pesquisas de marcadores com aplicações em casos forenses de material biológico não humano, aumentando desta forma a quantidade de marcadores já conhecidos e os dados de referência para espécies animais como para espécies de plantas (FINKELDEY et al., 2007; BARBUTO et al., 2010). Estes possuem como principal objetivo, prover dentro do ambiente forense, evidencias do uso ilegal de material biológico, tanto vivo quanto morto. Um exemplo de sua aplicabilidade é dentro da indústria alimentícia, onde os alimentos possuem normas específicas de como devem ser rotulados contendo a descrição exata dos espécimes ali presentes (NESVADBOVÁ, et al., 2014). Em casos forenses a principal questão é encontrar uma forma confiável de identificar a origem do DNA em uma determinada amostra, o que pode ser realizado através da aplicação de técnicas moleculares de DNA barcode (HEBERT et al., 2003). Para diminuir as substituições intencionais ou acidentais, são necessários métodos mais analíticos sensíveis que possam ser utilizados para determinar os espécimes sem suas características morfológicas detectáveis (MAFRA et al., 2007). Marcadores genéticos podem ser utilizados com este propósito, servindo como identificador de espécies e auxiliando na conservação de recursos genéticos (HANNER et al., 2011). Os peixes possuem uma grande representação na biodiversidade dos vertebrados atuais (NELSON, 2016), com aproximadamente 34.500 espécies distribuídas no mundo, tanto em águas doces quanto em águas salgadas (FISHBASE, 2021). Apesar disso são negligenciados em estudos regionais de biodiversidade, o que dificulta o levantamento faunístico que geram dados biológicos, utilizados na elaboração de programas de conservação e manejo de ecossistemas (CHAO, 1992 ; MOYLE & LEIDY, 1994, WILLINK et al., 2000; CASATTI et al., 2001; MINCARONE et. al., 2017). Para a classificação de espécies em risco de extinção, são realizados inventários comumente chamados de Listas Vermelhas (Red List), nos quais através de padrões e critérios quantitativos são determinadas as diversas categorias de ameaça. Estes são normalmente desenvolvidos como ferramenta para a elaboração, execução e aperfeiçoamento de políticas 17 públicas voltadas para a recuperação e conservação de espécies tanto em territórios nacionais como em escala mundial. Atualmente a principal indicadora da saúde da biodiversidade mundial é a Lista Vermelha disponibilizada e monitorada pela International Union for Conservation of Nature (IUCN) que faz um levantamento detalhado quanto o estado de conservação de diversas espécies (LAMOREUX et. al., 2003, IUCN, 2019). Esta vem sendo utilizada globalmente por diversos países desde 1970. Para a avaliação das espécies este possui 11 categorias que indicam graus diferentes de conservação. Que vão desde a situação razoável (Menos Preocupante, LC), até aquelas consideradas extintas (EX) na natureza. Para a terminação das categorias são utilizados os seguintes critérios técnicos: (A) redução populacional, (B) distribuição geográfica, (C) tamanho populacional pequeno ou em declínio, (D) população muito pequena ou distribuição muito restrita e (E) análise quantitativa do risco de extinção (IUCN, 2014). Devido aos impactos da intervenção humana sobre ambientes aquáticos, associado a mudanças climáticas, propiciam uma crise global nestes ambientes, que desencadeiam um crescimento expressivo no número de espécies sob risco de extinção. Desta maneira é preciso encontrar métodos que consigam analisar os riscos potenciais a espécies de maneira a guiar estudos futuros de conservação.

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1.1 OBJETIVOS

1.1.1 Objetivo Geral

Realizar o levantamento bibliográfico dos artigos científicos que usam COI como marcador molecular de espécies de peixes nas Américas.

1.1.2 Objetivos Específicos

 Identificar qual país das Américas é o maior foco dos estudos com a COI como identificador molecular;  Identificar quantos artigos encontrados utilizam a COI como marcador de espécies em casos de fraudes alimentares;  Identificar dentre os artigos de fraudes alimentares as espécies analisadas e qual a sua classificação na Red List.

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2 MATERIAL E MÉTODOS

2.1 COLETA DE DADOS

Este trabalho consiste em uma revisão bibliográfica da literatura, que através de uma temática central possui o intuito de compilar resultados, de forma organizada e sistemática, auxiliando em uma melhor compreensão do conteúdo. A pesquisa das publicações científicas foi realizada no período de março a julho de 2020, através de busca online no PubMed que é um serviço oferecido pelo banco de dados da United States National Library of Medicine. Apesar de ser voltado para pesquisas médicas, o PubMed possui abrangência global o que facilita encontrar artigos com material de coleta por toda a América. Para a realização das buscas foram utilizadas 20 combinações de palavras chaves em língua inglesa utilizando-se o operador “AND” (Tabela 1).

Tabela 1 – Combinação de palavras-chaves utilizadas nas buscas pela literatura. Ordem Palavras-chaves de Busca 1 COI and fish and America 2 Fish and COI and barcoding 3 Ichthyofauna and COI and barcoding 4 Ichthyofauna and COI 5 Ichthyofauna and cytochrome oxidase I 6 Ichthyofauna and cytochrome oxidase I and America 7 Fish and cytochrome oxidase I and barcoding 8 Ichthyofauna and cytochrome oxidase I and barcoding 9 Fish and cytochrome oxidase I and America 10 Fish and cytochrome oxidase I and barcoding and America 11 Fish and cytochrome oxidase I and molecular identification 12 Fish and COI and molecular identification 13 Fish and DNA barcode and America 14 Fish and COI and taxonomi and America 15 Fish and COI and taxonomic and America 16 Fish and "cytochrome oxidase I" and taxonomi and America 17 Fish and "cytochrome oxidase I" and taxonomic and America 18 Fish and "cytochrome oxidase I" and taxonomic and America and DNA barcode 19 Fish and "cytochrome oxidase I" and taxonomic and America and DNA barcoding 20 Fish and DNA barcoding and America Fonte: elaborado pela autora (2020).

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Durante o período do estudo semanalmente foram geradas listas com os resultados das combinações de palavras chaves, estas foram exportadas via e-mail com seus respectivos títulos e resumos. Logo após, iniciou-se a fase de pré-seleção, onde a relação de artigos encontrados, foram analisados conforme o título e abstract e se estes usavam a COI como identificador de espécies de peixes nas Américas. Encerrada esta etapa iniciou-se a fase de seleção de artigos onde todos os artigos triados anteriormente foram lidos na íntegra. Os artigos que não se enquadraram nos critérios de inclusão foram retirados. Após a seleção foram então extraídos e analisados os seguintes aspectos: título do artigo, autor, ano de publicação, país de realização do estudo e espécies analisadas. Como critérios de inclusão foram utilizados trabalhos originais ou de revisão, disponíveis na íntegra, estudos publicados nos idiomas português e inglês, sem restrição de ano de publicação e que descrevessem estudos utilizando a COI como marcador genético em peixes de países das Américas. Quanto ao critério de exclusão foram levados em consideração os artigos em duplicidade e aqueles que apesar de apresentarem os descritores selecionados não abordavam a temática central proposta.

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3 RESULTADOS

A busca na base de dados através das palavras chaves resultou em 1396 artigos, excluindo-se os artigos com base nos títulos e abstracts foram selecionadas 413 publicações (Tabela 2).

Tabela 2 – Resultado das buscas por palavras-chaves no banco de dados PubMed. N° de Nº de artigos Nº de artigos Palavras-chaves artigos pré- encontrados selecionados selecionados COI and fish and America 148 93 52 Fish and COI and barcoding 309 132 47 Ichthyofauna and COI and barcoding 15 9 4 Ichthyofauna and COI 15 9 4 Ichthyofauna and cytochrome oxidase I 1 0 0 Ichthyofauna and cytochrome oxidase I and 6 6 5 America Fish and cytochrome oxidase I and 118 55 16 barcoding Ichthyofauna and cytochrome oxidase I and 1 0 0 barcoding Fish and cytochrome oxidase I and America 24 16 10 Fish and cytochrome oxidase I and 24 17 10 barcoding and America Fish and cytochrome oxidase I and 20 5 3 molecular identification Fish and COI and molecular identification 151 70 25 Fish and DNA barcode and America 143 112 64 Fish and COI and taxonomi and America 105 62 40 Fish and COI and taxonomic and America 117 75 41 Fish and "cytochrome oxidase I" and 15 10 7 taxonomi and America Fish and "cytochrome oxidase I" and 17 12 7 taxonomic and America Fish and "cytochrome oxidase I" and 12 9 6 taxonomic and America and DNA barcode Fish and "cytochrome oxidase I" and 12 taxonomic and America and DNA 9 6

barcoding Fish and DNA barcoding and America 143 110 66 Fonte: elaborado pela autora (2020).

Com base nos critérios de inclusão e exclusão, foram selecionados 109 artigos para a realização de sua integral leitura (Apêndice A). Obteve-se que as áreas de coletas estão 22 distribuídas em um total de 35 países (Figura 1) conforme distribuição geográfica dentro das Américas.

Figura 1 – Quantidade de artigos encontrados por país.

Fonte: elaborado pela autora (2020).

Entre os artigos analisados, foi possível observar a quantidade de publicações referente a cada ano. Possuindo um intervalo de tempo total de 16 anos, sendo estes publicados entre 2004 e 2020 (Figura 2).

Figura 2 – Quantidade de artigos encontrados por ano.

Fonte: elaborado pela autora (2020). 23

Entre os trabalhos selecionados pelos critérios descritos no material e métodos foram colocados em evidência os estudos que utilizavam a COI em casos de fraude alimentar, no total foram identificados 14 artigos (Quadro 1).

Quadro 1 – Artigos que utilizam a COI para investigação de fraudes alimentares. N° de espécies Nome do artigo Espécies País identificadas CARVALHO, D. C. et al. DNA barcoding unveils a Brachyplatystoma platynemum; Netuma cf. high rate of mislabeling in a thalassina; Genidens barbus; commercial freshwater Pseudoplatystoma fasciatum; 8 Brasil catfish from Brazil. Pseudoplatystoma tigrinum; Cynoscion Mitochondrial DNA. Belo jamaicensi; Cynoscion virescens; Horizonte, v. 22, n. sup1, Pseudoplatystoma corruscans. p.105, 2011. Salmo salar; Thunnus obesus; Seriola zonata; Coryphaena hippurus; Oreochromis niloticus; Peprilus paru; Prionace glauca; Pomatomus saltatrix; Orthopristis ruber; STAFFEN, C. F. et al. DNA Micropogonias furnieri; Coryphaena barcoding reveals the hippurus; Lepidocybium flavobrunneum; mislabeling of fish in a Paralichthys orbignyanu; Sardinella aurita; popular tourist destination Prionace glauca; Rhizoprionodon lalandii; 28 Brasil in Brazil. PeerJ. Carcharhinus plumbeus; Sphyrna lewini; Florianópolis, v. 5, p. e4006, Xiphias gladius; Oreochromis niloticus; 2017. Cynoscion guatucupa; Thunnus alalunga; Oncorhynchus kisutch; Seriola lalandii; Ruvettus pretiosu; Isopisthus parvipinnis; Paralichthys patagonicus; Trichiurus lepturus. Carcharhinus brachyurus; Galeorhinus ALMERÓN-SOUZA, F. et al. galeus; Genidens barbus; Gymnura altavela Molecular identification of ; Myliobatis goodei; Narcine brasiliensis; shark meat from local Prionace glauca; Rajiformes sp.; markets in Southern Brazil Pseudobatos horkelii; Rhizoprionodon based on DNA barcoding: 19 Brasil lalandii; Rhizoprionodon porosus; Sphyrna evidence for mislabeling and lewini; Sphyrna zygaena; Squalus cubensis; trade of endangered species. Squalus mitsukurii; Squatina guggenhein; Frontiers in genetics. Porto Squatina occulta; Xiphias gladius; Zapteryx Alegre, v. 9, p. 138, 2018. brevirostris. DA SILVA, C. F. et al. DNA Barcode reveals mislabelling in the identification of marine fish swimming Pogonias cromis; Micropogonia furnieri. 2 Brasil bladders for commercialization. Forensic science international. Bauru, v. 299, p.43, 2019. FEITOSA, L. M. et al. DNA- Rhizoprionodon porosus; Carcharhinus based identification reveals acronotus; Carcharhinus porosus; Sphyrna illegal trade of threatened mokarran; Sphyrna lewini; Carcharhinus shark species in a global leucas; Ginglymostoma cirratum; 11 Brasil elasmobranch conservation Isogomphodon oxyrhynchus; Galeocerdo hotspot. Scientific reports. cuvier; Sphyrna tudes; Carcharhinus Recife, v. 8, n. 1, p.11, 2018. limbatus. 24

FIELDS, A. T. et al. A novel Prionace glauca; Carcharhinus leucas; mini-DNA barcoding assay Squalus acanthias; Mustelus schmitti; to identify processed fins Carcharhinus tilstoni; Carcharhinus Estados from internationally 11 falciformi; Carcharhinus amboinensis; Unidos protected shark species. PloS Sphyrna lewin; Galeorhinus galeu; Isurus one, New York, v. 10, n. 2, oxyrinchus; Sphyrna zygaena. p.10, 2015. Anguilla japonica; Anoplopoma fimbria; Carcharhinus plumbeu; Coryphaena hippurus; Dissostichus eleginoides; Gadus chalcogrammus; Gadus macrocephalus; Hippoglossus hippoglossus; Hippoglossus stenolepis; Hirundichthys oxycephalus; Hoplostethus atlanticus; Ictalurus punctatus; Isurus oxyrinchus; Lates calcarifer; Lophius americanus; Makaira nigricans; Mallotus villosus; Melanogrammus aeglefinus; Merluccius HANNER, Robert et al. capensis; Merluccius productus; FISH-BOL and seafood Micromesistius australis; Microstomus identification: pacificus; Morone chrysops; Oncorhynchus Geographically dispersed gorbuscha; Oncorhynchus keta; case studies reveal systemic Oreochromis aureus; Oncorhynchus 53 Canadá market substitution across kisutch; Oncorhynchus mykiss; Canada. Mitochondrial DNA, Oncorhynchus nerka; Oreochromis v. 22, n. sup1, p. 106-122, mossambicus; Oreochromis niloticus; 2011. Oreochromis urolepis hornorum; Pangasianodon hypophthalmus; Paralichthys olivaceus; Pollachius virens; Rachycentron canadum; Reinhardtius hippoglossoides; Salmo salar; Salvelinus alpinus; Salvelinus sp.; Sander vitreus; Scomber scombrus; Sebastes alutus; Sebastes babcocki; Sebastes entomelas; Sebastes flavidus; Sebastes ruberrimus; Sebastes sp.; Seriola lalandi; Seriola quinqueradiata; Thunnus obesu; Thunnus sp; Xiphias gladius. Odontesthes regi; Clupea harengus; Ethmidium maculatum; Sardina pilchardu; Engraulis ringens; Merluccius gayi; Lampris guttatus; Seriola rivoliana; Schedophilus haedrichi; Oreochromis sp; Coryphaena hippurus; Anisotremus MARÍN, Alan et al. A interruptus; Anisotremus scapularis; Kajikia glimpse into the genetic albida; Kajikia audax; Labrisomus diversity of the Peruvian philippii; Cheilotrema fasciatum; Cynoscion seafood sector: Unveiling praedatorius; Paralonchurus peruanus; species substitution, Sarda chiliensis; Thunnus sp; Mycteroperca 47 Peru mislabeling and trade of xenarcha; Paralabrax humeralis; Sphyraena threatened species. PloS one, ensis; Xiphias gladius; Etropus ectenes; v. 13, n. 11, p. e0206596, Oncorhynchus mykiss; Salmo salar; 2018. Prionotus stephanophrys; Pangasianodon hypophthalmus; Prionace glauca; Sphyrna zygaena; Mustelus lunulatus; Mustelus sp; Alopias pelagicus; Isurus oxyrinchus; Rhincodon typus; Aetobatus laticeps; Hypanus dipterurus; Pteroplatytrygon violacea; Gymnura sp.; Mobula mobular ; 25

Myliobatis chilensis; Myliobatis longirostris; Sympterygia brevicaudata; Pseudobatos planiceps; Narcine entemedor. RASMUSSEN H. R. S.; MORRISSEY, M. T.; Salmo salar; Oncorhynchus keta; HANNER, R. H. A multiplex Oncorhynchus tshawytscha; Oncorhynchus PCR method for the gorbuscha; Oncorhynchus mykiss; Estados identification of Oncorhynchus nerka; Oncorhynchus Unidos commercially important kisutch; Oncorhynchus clarkii; 15 Canadá salmon and trout species Oncorhynchus masou; Salmo trutta; Chile (Oncorhynchus and Salmo) Salvelinus alpinus; Salvelinus confluentus; in North America. Journal of Salvelinus fontinalis; Salvelinus malma; food science. Oregon, v. 75, n. Salvelinus namaycush. 7, p.C606, 2010. RASMUSSEN, R. S.; MORRISSEY, M. T.; HEBERT, P. D. N. DNA Oncorhynchus tshawytscha; Oncorhynchus barcoding of commercially nerka; Oncorhynchus kisutch; important salmon and trout Estados Oncorhynchus keta; Oncorhynchus 8 species (Oncorhynchus and Unidos gorbuscha; Oncorhynchus mykiss; Salmo) from North America. Oncorhynchus clarkii subspp.; Salmo salar. Journal of agricultural and food chemistry. Oregon, v. 57, n. 18, p.8385, 2009. RODRIGUES, A. S. et al. Molecular identification and traceability of illegal trading in Lignobrycon myersi Lignobrycon myersi; Triportheus guentheri; (Teleostei: Characiformes), Astyanax fasciatus; Triportheus angulatus; 5 Brasil a threatened Brazilian fish Triportheus nematurus. species, using DNA barcode. The Scientific World Journal. Jequie, v. 2016, p.7, 2016. SALINAS, C. et al. “Pig in a poke (gato por liebre)”: The “mota”(Calophysus macropterus) Fishery, Calophysus macropterus Brachyplatystoma Molecular Evidence of vaillantii Pimelodus grosskopf Pinirampus 5 Colômbia Commercialization in pinirampus Hypophthalmus marginatus. Colombia and Toxicological Analyses. EcoHealth. Bogotá, v. 11, n. 2, p.206, 2014. Bagre marinus; Balistes vetula; Caranx hippos; Caranx latus; Carcharhinus acronotus; Carcharhinus brevipinna; Carcharhinus falciformes; Carcharhinus limbatus; Caulolatilus cyanops; Conodon SARMIENTO-CAMACHO, nobilis; Cynoscion nebulosus; Epinephelus S.; VALDEZ-MORENO, M. morio; Gadus chalcogrammus; Galeocerdo DNA barcode identification cuvier; Gymnura micrura; Hypanus of commercial fish sold in americanus; Hypophthalmichthys molitrix; 47 México Mexican markets. Genome. Hyporthodus flavolimbatus; Hyporthodus Mexico, v. 61, n. 6, p. 466, nigritus; Isurus oxyrinchus; Lachnolaimus 2018. maximus; Lobotes surinamensis; Lopholatilus chamaeleonticeps; Makaira nigricans; Menticirrhus americanus; Merluccius productus; Mustelus canis; Mustelus sinusmexicanus; Mycteroperca microlepis; Narcine entemedor; 26

Oreochromis sp.; Pagrus pagrus; Pangasianodon hypophthalmus; Paralabrax maculatofasciatus; Paralichthys albigutta; Paralichthys lethostigma; Pomacanthus arcuatu; Rhizoprionodon terraenovae; Salmo salar; Scomberomorus cavalla; Selene vomer; Seriola dumerili; Sphyraena barracuda; Sphyrna lewini; Sphyrna tibur; Thunnus sp. WONG, L. L. et al. DNA barcoding of catfish: species authentication and Estados Ictalurus punctatu; Ictalurus furcatus. 2 phylogenetic assessment. Unidos PLoS One. Canada, v. 6, n. 3, p. 7, 2011. Fonte: elaborado pela autora (2020).

As espécies identificadas nos artigos que abordavam fraudes alimentares foram separadas e divididas conforme sua classificação de vulnerabilidade na IUCN (Quadro 2).

Quadro 2 – Espécies identificadas em casos de fraudes alimentares e seu grau de ameaça segundo a IUCN. Categoria Espécies Quantidade Isogomphodon oxyrhynchus; Criticamente em perigo Pimelodu grosskopfi; Pseudobatos 3 horkelii Anguilla japonica; Hippoglossus hippoglossus; Lopholatilus chamaeleonticeps; Mobula mobular; Mustelus schmitti; Pangasianodon Em perigo 14 hypophthalmus; Rhincodon typus; Sphyrna mokarran; Squatina guggenhein; Squatina occulta; Xiphias gladius. Alopias pelagicus; Carcharhinus brachyurus; Carcharhinus brevipinna; Carcharhinus falciformes; Carcharhinus plumbeus; Epinephelus morio; Galeorhinus galeus; Gymnura altavela; Hyporthodus flavolimbatus; Kajikia albida; Vulnerável 21 Lachnolaimus maximus; Makaira nigricans; Melanogrammus aeglefinus; Mycteroperca microlepis; Pomatomus saltatrix; Salvelinus confluentus; Sphyrna lewini; Sphyrna tudes; Sphyrna zygaena; Thunnus obesus; Zapteryx brevirostris Balistes vetula; Carcharhinus Quase ameaçada acronotus; Carcharhinus 17 amboinensis; Carcharhinus leucas; 27

Carcharhinus limbatus; Galeocerdo cuvier; Ginglymostoma cirratum; Hypophthalmichthys molitrix; Hyporthodus nigritus; Isurus oxyrinchus; Kajikia audax; Mustelus canis; Myliobatis longirostris; Oreochromis mossambicus; Paralichthys lethostigma; Prionace glauca; Thunnus alalunga Carcharhinus porosus; Cynoscion praedatorius; Ethmidium maculatum; Gymnura micrura; Hypanus americanus; Hypanus dipterurus; Merluccius gayi; Mustelus sinusmexicanus; Dados insuficientes 19 Mycteroperca xenarcha; Myliobatis chilensis; Myliobatis goodei; Narcine brasiliensis; Narcine entemedor; Paralabrax humeralis; Pseudobatos planiceps; Rhizoprionodon lalandii. Aetobatus laticeps; Anoplopoma fimbria; Astyanax fasciatus; Brachyplatystoma platynemum; Brachyplatystoma vaillantii; Calophysus macropterus; Cynoscion guatucupa; Dissostichus eleginoides; Gadus chalcogrammus; Gadus macrocephalus; Ginglymostoma cirratum; Genidens barbus; Hippoglossus stenolepis; Hirundichthys oxycephalus; Hoplostethus atlanticus; Hypophthalmus marginatus; Lates calcarifer; Lignobrycon myersi; Lophius americanus; Mallotus villosus; Micromesistius australis; Microstomus pacificus; Netuma cf. thalassina; Oncorhynchus clarkii; Oncorhynchus gorbuscha; Não avaliada 51 Oncorhynchus keta; Oncorhynchus kisutch; Oncorhynchus masou; Oncorhynchus mykiss; Oncorhynchus tshawytscha; Oreochromis aureus; Oreochromis urolepis hornorum; Paralichthys olivaceus; Paralichthys orbignyanus; Paralichthys patagonicus; Pinirampus pinirampu; Pollachius virens; Pseudoplatystoma corruscans; Pseudoplatystoma fasciatum; Pseudoplatystoma tigrinum; Reinhardtius hippoglossoides; Salvelinus fontinalis; Salvelinus malma; Salvelinus namaycush; Sebastes alutus; Sebastes babcocki; Sebastes entomelas; Sebastes flavidus; Sebastes ruberrimus; Triportheus 28

angulatus; Triportheus guentheri; Triportheus nematurus. Anisotremus interruptus; Anisotremus scapularis; Bagre marinus; Caranx hippos; Caranx latus; Carcharhinus tilstoni; Caulolatilus cyanops; Cheilotrema fasciatum; Clupea harengus; Conodon nobilis; Coryphaena hippurus; Cynoscion jamaicensi; Cynoscion nebulosus; Cynoscion virescens; Engraulis ringens; Etropus ectenes; Ictalurus furcatus; Ictalurus punctatus; Isopisthus parvipinnis; Labrisomus philippii; Lampris guttatus; Lepidocybium flavobrunneum; Lobotes surinamensis; Menticirrhus americanus; Merluccius capensis; Merluccius productus; Micropogonias furnieri; Morone chrysops; Mustelus lunulatus; Odontesthes regia; Oncorhynchus nerka; Oreochromis niloticus; Segura Orthopristis ruber; Pagrus pagrus; 63 Paralabrax maculatofasciatus; Paralichthys albigutta; Paralonchurus peruanus; Peprilus paru; Pogonias cromis; Pomacanthus arcuatus; Prionotus stephanophrys; Pteroplatytrygon violacea; Rachycentron canadum; Rhizoprionodon porosus; Rhizoprionodon terraenovae; Ruvettus pretiosus; Salmo trutta; Salvelinus alpinus; Sander vitreus; Sarda chiliensis; Sardina pilchardus; Sardinella aurita; Schedophilus haedrichi; Scomber scombrus; Scomberomorus cavalla; Selene vomer; Seriola dumerili; Seriola lalandii; Seriola quinqueradiata; Seriola rivoliana; Seriola zonata; Sphyraena barracuda; Sphyraena ensis; Sphyrna tiburo; Squalus acanthias; Trichiurus lepturus. Fonte: elaborado pela autora (2020).

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4 DISCUSSÃO

Esta revisão bibliográfica com busca sistemática da literatura reuniu 109 artigos (Apêndice A), mostrando a pluralidade nas aplicações que a técnica de DNA barcoding pode apresentar e com isso as diversas utilizações do marcador genético COI que vão desde o auxílio de fraudes em comercialização de produtos de pescados, até a confirmação e separação de novas possíveis espécies (CARVALHO et al. 2011; FIELDS et al., 2015; GUIMARÃES et al., 2018; CARDOSO et al. 2018; BAGLEY et al., 2019). Do total de artigos encontrados, 58 dos dados coletados foram realizados totalmente ou parcialmente no território brasileiro (Figura 1). Estima-se que a predominância de pesquisas ocorra no Brasil devido a sua grande extensão litorânea (RODRIGUES, 2012). Outro ponto em que o Brasil ganha destaque é em relação a sua biodiversidade. Este detém cerca de 20% do total das espécies mundiais, sendo a sua maioria endêmica (CALIXTO, 2003), aliado a outros 17 países considerados megadiversos estes se tornam essenciais para conservação da biodiversidade já que juntos somam 70% das espécies animais e vegetais catalogadas. (FRANKHAM, 2010). Sob a perspectiva cronológica, o presente estudo revelou que os artigos encontrados possuem um intervalo de somente 16 anos de pesquisa sendo o primeiro datado de 2004 e o último de 2020 (Figura 2), o que nos mostra que pesquisas que utilizam este marcador genético são relativamente recentes e pouco conhecidas. Isso ocorre devido à utilização de sequências do genoma para a classificação e identificação taxonômica universal de espécies começar a ser considerada somente em 2003. Ainda no mesmo ano, descobriu-se que seria possível utilizar um fragmento do gene mitocondrial para o diagnóstico molecular de forma universal, a COI, onde cada espécie possuiria um fragmento único de DNA gerando desta forma um código de barras genético, auxiliando então em problemas de identificação e classificação encontradas dentro da taxonomia clássica (HEBERT et al. 2003). Esta técnica vem ganhando espaço em pesquisas taxonômicas por se tratar de um fragmento DNA curto e a sua forma de obtenção o tornar relativamente barato e rápido. Além de se demonstrar efetivo na identificação de vários grupos animais (HEBERT et al., 2004) como o de peixes (WARD et al., 2005). Em um cenário onde é crescente o consumo de produtos de frutos do mar e seus derivados (MCGUIRE, 2015) e que muitas vezes sua venda ocorre sem uma adequada identificação, propiciando a captura e comercialização de espécies ameaçadas (CARVALHO 30 et al., 2011). É necessário um método eficaz na identificação do material biológico descaracterizado pela indústria. O DNA barcoding é promissor neste sentido, visto que já é utilizado para a identificação de animais (HEBERT et al., 2003) mostrando sucesso para diferenciar espécies de peixes tanto marinhas como de água doce (WARD et al., 2005, HUBERT et. al. 2008). Porém foi observado no presente estudo que somente 14 artigos valiam- se deste método para a análise de espécies e seus subprodutos comercializados dentro do setor pesqueiro (Quadro 1). Dos 14 artigos sobre casos de fraude alimentar (Quadro 1) estão citados 6 países como área de estudo: Estados Unidos, Canadá, Peru, Brasil, Chile e Colômbia, novamente o Brasil acaba sendo apontado com o maior número de artigos estando presente em 6 estudos de caso. Esta representatividade pode ser atribuída ao mercado de exportação e importação de pescados. Muitos produtos que são comercializados possuem um alto valor agregado, como lagostas (Palinuridae), camarões (Penaeidae), barbatanas de tubarões e outros produtos especiais (BARBOSA, 2015). Cabe destacar que o mercado de pescado possui um grande papel econômico produzindo empregos, além de ser uma grande fonte de alimentos também é um gerador de riquezas através de produtos e subprodutos da indústria pesqueira (RODRIGUES, 2012). Nos artigos de investigação de adulteração alimentícia foram identificadas um total de 188 espécies (Quadro 2) destas, 55 aparecem avaliadas com algum risco de ameaça na lista vermelha da IUCN, entre elas 21 espécies em estado vulnerável, 14 espécies em perigo, 17 quase ameaçadas e 3 criticamente em perigo. Na categoria “criticamente em perigo” indicada pela IUCN como a de maior risco estão presentes as espécies Isogomphodon oxyrhynchus, Pseudobatos horkelii e Pimelodus grosskopfii. Sendo as duas primeiras com sua distribuição geográfica somente em águas costeiras da América do Sul (LESSA et al., 1999; MENEZES, 1977; MENNI & STEHMANN, 2000; LÉOPOLD, 2004; MCEACHRAN, 2005). Outro dado que chamou a atenção foi que do total de espécies identificadas (Tabela 2), 51 apresentaram-se como não avaliadas e 19 com dados insuficientes. O que demonstra que 37,3% das espécies identificadas possuem carência em investigações científicas que possam avaliar as flutuações populacionais e informações. Gerando assim uma imprecisão a respeito de sua conservação biológica. Infere-se que a quantidade baixa de artigos encontrados utilizando o DNA barcode para a identificação de espécies em casos de adulteração alimentar ocorra devido a sua ampla utilização neste tipo de estudo começar somente em 2008 (OGDEN, 2008). O que demonstra o 31 quanto este campo ainda é pouco explorado, apontando a necessidade da ampliação de pesquisas nesta área com o intuito de auxiliar problemas de fraudes, quanto de biodiversidade e conservação, além de proporcionar possibilidade de novas tecnologias amplamente acessíveis.

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5 CONSIDERAÇÕES FINAIS

Estudos utilizando a COI como identificador de espécies vem crescendo gradativamente, mostrando-se uma alternativa rápida e eficaz para fins de conservação, taxonomia e fiscalização da comercialização de espécimes ameaçadas. O grande foco dos estudos utilizando a COI foi o Brasil, tendo 152% a mais de artigos do que o segundo colocado Estados Unidos e 222% do que o terceiro, México. Por ser um país rico em diversidade acaba sendo alvo de pesquisas tanto nacionais quanto internacionais. O Estado brasileiro é pioneiro em políticas de conservação, o que facilita que se produzam estudos em território nacional. Apesar dos investimentos em conservação terem sido enfraquecidos em um passado recente. Registros de monitoramento na pesca comercial ainda são necessários, visto que, grande parte destas se mostram com dados insuficientes ou inexistentes. Em muitos países o monitoramento de fraudes em capturas e comercialização são ineficientes, por se tratar de identificações com bases em caracteres morfológicos, que são frequentemente perdidos ou retirados. Foram observados que 51 das 188 espécies identificadas em casos de fraudes alimentares apresentaram algum tipo de risco em detrimento de 70 que apresentaram dados inconclusivos. Os estudos de conservação, como a Red List, apresentam lacunas, o que pode alterar estes dados de vulnerabilidade. Isso dificulta o monitoramento pelos órgãos de fiscalização, gerando uma brecha jurídica, incentivando as empresas a fraudarem ou não se preocuparem em adequar seus produtos às políticas ambientais. Apesar disso, estes 14 artigos que estudam fraudes corroboram que a COI pode vir a ser um importante aliado dos órgãos de fiscalização ambiental e comercial. Mesmo com a pouca quantidade de artigos, são promissores devido a sua eficiência, sendo necessário um maior investimento dos órgãos fomentadores de pesquisa.

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APÊNDICE A – ARTIGOS SELECIONADOS

Quantidade Nome do Artigo Espécies País Ano de espécies ALMERÓN-SOUZA, F. et al. Carcharhinus brachyurus; Galeorhinus 19 Brasil 2018 Molecular identification of shark galeus; Genidens barbus; Gymnura meat from local markets in altavela ; Myliobatis goodei; Narcine Southern Brazil based on DNA brasiliensis; Prionace glauca; Rajiformes barcoding: evidence for sp.; Pseudobatos horkelii; mislabeling and trade of Rhizoprionodon lalandii; Rhizoprionodon endangered species. Frontiers in porosus; Sphyrna lewini; Sphyrna genetics. Porto Alegre, v. 9, p. 138, zygaena; Squalus cubensis; Squalus 2018. mitsukurii; Squatina guggenhein; Squatina occulta; Xiphias gladius; Zapteryx brevirostris. AMORIM, P. F. Jenynsia lineata Anableps microlepis; Jenynsia unitaenia; 5 Brasil 2018 species complex, revision and Jenynsia sanctaecatarinae; Jenynsia new species description lineata; Jenynsia darwini sp. nov. (Cyprinodontiformes: Anablepidae). Journal of Fish Biology. Rio de Janeiro, v. 92, n. 5, p.1332, 2018. ANDRADE, M. C. et al. A new Tometes siderocarajensissp. nov.; 7 Brasil 2017 species of Tometes Valenciennes Tometes ancylorhynchus;Tometes 1850 (Characiformes: kranponhah;Tometes camunani; Serrasalmidae) from Tocantins- Tometes lebaili;Tometes makue;Tometes Araguaia River Basin based on trilobatus. integrative analysis of molecular and morphological data. PLoS One. Belém, v. 12, n. 4, p. e0170053, 2017. ANTONI, M. Y. et al. Merluccius Merluccius australi; Merluccius hubbsi. 2 Argentina 2015 tasmanicus Matallanas & Lloris 2006 is a junior synonym of M. australis (Hutton 1872)(Gadiformes: Merluciidae) based on morphological and molecular data. Zootaxa. Buenos Aires, v. 3956, n. 1, p.055, 2015. ARDURA, A.; PLANES, S.; Prochilodus nigricans; Semaprochilodus 7 Espanha 2011 GARCIA-VAZQUEZ, E. Beyond insignis; Brycon melanopterus; biodiversity: fish metagenomes. Mylossoma duriventre; Brachyplatystoma PLoS One. Oviedo, v. 6, n. 8, p. vaillantii; Triportheus elongatus; Cichla e22592, 2011. temensis. ARRUDA, P. S. S. et al. DNA Brycon pesu; Brycon falcatus; Brycon 20 Brasil 2019 Barcoding Reveals High Levels of melanopterus; Brycon opalinus; Brycon Divergence among Mitochondrial nattereri; Brycon ferox; Brycon insignis; Lineages of Brycon Henochlus wheatlandii; Brycon moorei; (Characiformes, Bryconidae). Brycon hilarii; Brycon orbignyanus; Genes. Cuiaba, v. 10, n. 9, p. 639, Brycon orthotaenia; Brycon gouldingi; 2019. Brycon amazonicus; Brycon chagrensis; Brycon dentex; Brycon henni; Chilobrycon deuterodon; Brycon alburnus; Brycon petrosus. 38

AZPELICUETA, M. M. et al. Pogonias cromis; Pogonias courbina. 2 Argentina 2019 Morphology and molecular evidence support the validity of Pogonias courbina (Lacepède, 1803)(Teleostei: Sciaenidae), with a redescription and neotype designation. PloS one. Buenos Aires, v. 14, n. 6, p. e0216280, 2019. BAGLEY, J. C. et al. DNA Characidium fasciatum; Characidium 39 Brasil 2019 barcode and minibarcode gomesi; identification of freshwater fishes Characidium zebra; from Cerrado headwater streams Hasemania hanseni; in Central Brazil. Journal of fish Hasemania sp.; biology. Brasilia, v. 95, n. 4, Moenkhausia aurantia; p.1060, 2019. Astyanax fasciatus; Kolpotocheirodon theloura; Bryconamericus turiuba; Creagrutus atrisignum; Hysteronotus megalostomus; Knodus moenkhausii; Piabina argentea; Planaltina myersi; Hoplias malabaricus; Serrasalmus maculatus; Piabina argentea; Planaltina myersi; Ituglanis goya; Aspidoras eurycephalus; Aspidoras fuscoguttatus; Microlepidogaster longicolla; Rhinolekos sp.; Harttia punctata; Rineloricaria latirostris; Hypostomus ancistroides; Hypostomus sp. 1; Hypostomus sp. 2 ; Ancistrus aguaboensis; Cetopsorhamdia iheringi; Heptapterus sp.; Imparfinis borodini; Phenacorhamdia unifasciata; Rhamdia quelen; Pimelodella sp.; Eigenmannia trilineata; Melanorivulus pictus; Simpsonichthys boitonei; Phalloceros harpagos; Poecilia reticulata ; Lepomis gibbosus. BALDWIN, C. C.; JOHNSON, G. Liopropoma carmabi; Liopropoma 6 Estados 2014 D. Connectivity across the rubre; Liopropoma mowbrayi; Unidos Caribbean Sea: DNA barcoding Liopropoma eukrines; Liopropoma and morphology unite an aberrans; Liopropoma olneyi. enigmatic fish larva from the Florida Straits with a new species of sea bass from deep reefs off Curaçao. PloS one. Washington, v. 9, n. 5, p. e97661, 2014. BARRETO, S. B. et al. Integrative Nematocharax venustus; Nematocharax 2 Brasil 2018 approach reveals a new species of varii. Nematocharax (Teleostei: 39

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Serrasalmus rhombeus; Serrasalmus spilopleura; Hemiodus parnaguae; Astyanax aff. bimaculatus; Astyanax aff. fasciatus; Cheirodon jaguaribensis; Cheirodon macropterus; Compsura heterura; Ctenobrycon spilurus; Hemigrammus brevis; Hemigrammus guyanensis; Hemigrammus marginatus; Hemigrammus rodwayi; Hemigrammus unilineatus; Hyphessobrycon bentosi; Hyphessobrycon iheringi; Hyphessobrycon piabinhas; Hyphessobrycon parvellus; Moenkhausia costae; Moenkhausia intermedia; Moenkhausia lepidura; Phenacogaster calverti; Roeboides microlepis; Serrapinnus heterodon; Serrapinnus piaba; Serrapinnus potiguar; Nanocheirodon insignis; Tetragonopterus argenteus; Nannostomus beckfordi; Triportheus signatus; Characidium bimaculatum; Trachelyopterus cratensis; Trachelyopterus striatulus; Pimelodella dorseyi; Pimelodella enochi; Pimelodella gracilis; Pimelodella papariae; Pimelodella witmeri; Pimelodella wolfi; Rhamdia quelen; Aspidoras carvalhoi; Aspidoras depinnai; Aspidoras rochai; Aspidoras menezesi; Aspidoras spilotus; Callichthys callichthys; Corydoras sp.; Megalechis personata; Megalechis thoracata; Hypostomus carvalhoi; Hypostomus jaguribensis; Hypostomus nudiventris; Hypostomus papariae; Hypostomus pusarum; Hypostomus salgadae; Hypostomus sertanejo; Loricariichthys derbyi; Loricariichthys sp.; Parotocinclus cearensis; Parotocinclus cesarpintoi; Parotocinclus haroldoi; Parotocinclus jumbo; Parotocinclus seridoensis; Parotocinclus sp.1; Parotocinclus sp.2; Parotocinclus spilosoma; Parotocinclus spilurus; Pseudancistrus genisetiger; Pseudancistrus papariae; Aphanotorulus gomesi; Eigenmannia virescens; Gymnotus carapo; Anablepsoides cearensis; Cynolebias microphthalmus; Hypsolebias antenori; Hypsolebias longignatus; Hypsolebias martinsi; Kryptolebias hermaphroditus; Poecilia reticulata; Poecilia sarrafae; Poecilia vivipara; xiphophorus cf. helleri; Synbranchus sp.; Astronotus ocellatus; Cichla kelberi; Cichla monoculus; Cichla ocellaris; Cichlasoma orientale; Cichlasoma sanctifranciscense; Coptodon rendalli; Crenicichla menezesi; Geophagus brasiliensis; 41

Oreochromis niloticus; Parachromis managuensis. BERNARD, A. M. et al. Global Galeocerdo cuvier. 1 Estados 2016 population genetic dynamics of a Unidos highly migratory, apex predator shark. Molecular Ecology. Dania Beach, v. 25, n. 21, p. 5329, 2016. CABEZAS, M. P. et al. First Omobranchus punctatus. 1 Portugal 2020 genetic record of the non‐native muzzled blenny Omobranchus punctatus (Teleostei: Blenniidae) in the Atlantic Coast of Central and South America. Journal of Fish Biology. Porto, v. 96, n. 3, p.846, 2020. CAMACHO-GASTÉLUM, R. et Totoaba macdonaldi; Micropogonias 8 México 2017 al. Molecular identification and megalops; Cynoscion reticulatus; morphological description of Cynoscion othonopterus; Cynoscion Micropogonias megalops, parvipinnis; Atractoscion nobilis; Cynoscion othonopterus, C. Mesopristes elongatus; Micropogonias reticulatus and Menticirrhus undulatus. nasus larvae, collected in the upper Gulf of California during Summer 2012. Mitochondrial DNA Part A. La Paz, v. 28, n. 3, p.423, 2017. CARDOSO, A. L. et al. Electrophorus electricu. 1 Brasil 2015 Chromosomal variability between populations of electrophorus electricus Gill, 1864 (Pisces: Gymnotiformes: Gymnotidae). Zebrafish, Belém, v. 12, n. 6, p.447, 2015. CARDOSO, A. L. et al. Integrated Hypancistrus zebra; Hypancistrus 3 Brasil 2016 cytogenetic and mitochondrial debilittera; Hypancistrus sp. DNA analyses indicate that two different phenotypes of Hypancistrus (L066 and L333) belong to the same species. Zebrafish. Belém, v. 13, n. 3, p.216, 2016. CARDOSO, Y. P. et al. A Hoplias misionera; Hoplias mbigua; 11 Argentina 2018 continental-wide molecular Hoplias argentinensis; Hoplias approach unraveling mtDNA malabaricus; Hoplias intermedius; diversity and geographic Hoplias malabaricus sensu stricto; distribution of the Neotropical Hoplias sp.; Hoplias aimara; Hoplias genus Hoplias. PloS one. St. lacerdae; Hoplias australis; Hoplias George, v. 13, n. 8, p.18, 2018. curupira. CARVALHO, D. C. et al. DNA Brachyplatystoma platynemum; Netuma 8 Brasil 2011 barcoding unveils a high rate of cf. thalassina; Genidens barbus; mislabeling in a commercial Pseudoplatystoma fasciatum; freshwater catfish from Brazil. Pseudoplatystoma tigrinum; Cynoscion Mitochondrial DNA. Belo jamaicensi; Cynoscion virescens; Horizonte, v. 22, n. sup1, p.105, Pseudoplatystoma corruscans. 2011. 42

COULSON, M. W. et al. DNA Amblyraja hyperborea; Amblyraja 29 Canadá 2011 barcoding of Canada’s skates. jenseni; Amblyraja radiata; Bathyraja Molecular Ecology Resources. spinicauda; Dipturus laevis; Leucoraja Nova Scotia, v. 11, n. 6, p.978, erinacea; Leucoraja garmani; Leucoraja 2011. ocellata; Malacoraja senta; Malacoraja spinacidermis; Raja eglanteria; Rajella bathyphila; Amblyraja badia; Rajella fyllae; Amblyraja badia; Bathyraja abyssicola; Bathyraja aleutica; Bathyraja interrupta; Bathyraja lindbergi; Bathyraja maculata; Bathyraja mariposa; Bathyraja minispinosa; Bathyraja parmifera; Bathyraja smirnovi; Bathyraja taranetzi; Bathyraja trachura; Bathyraja violacea; Raja binoculata; Raja rhina. CRAMER, C. A.; MELO DE Panaqolus tankei ; Panaqolus sp. 2 Alemanha 2016 SOUSA, L. A new species of tiger pleco Panaqolus (Siluriformes: Loricariidae) from the Xingu Basin, Brazil. Plos One. , Marburg, v. 11, n. 11, p. 19, 2016. DA SILVA, C. F. et al. DNA Pogonias cromis; Micropogonia furnieri. 2 Brasil 2019 Barcode reveals mislabelling in the identification of marine fish swimming bladders for commercialization. Forensic science international. Bauru, v. 299, p.43, 2019. DA SILVA, F. A. et al. Effects of Cichlasoma amazonaru; Hoplias 5 Brasil 2019. environmental pollution on the malabaricu; Pterygoplichthys pardalis; rDNAomics of Amazonian fish. Pygocentrus nattereri; Semaprochilodus Environmental pollution. Manaus, insignis. v. 252, p.187, 2019. DA SILVA, T. F. et al. Phylogeny Ophioscion punctatissimus; Stellifer 13 Brasil 2018 of the subfamily Stelliferinae rastrifer; Stellifer microps; Bairdiella suggests speciation in Ophioscion ronchus; Odontoscion dentex; Gill, 1863 (Sciaenidae: Ophioscion scierus; Ophioscion strabo; Perciformes) in the western Ophioscion typicus; Ophioscion simulus; South Atlantic. Molecular Ophioscion vermicularis; Stellifer phylogenetics and evolution. brasiliensis; Stellifer stellifer; Stellifer Bragança, v. 125, p.61, 2018. naso. DAVID, S. R.; WRIGHT, J. J. Lepisosteus oculatus; Lepisosteus 2 Estados 2017 Genetic variation and platyrhincus. Unidos biogeography of the spotted gar Lepisosteus oculatus from core and peripheral populations. Journal of Experimental Zoology Part B: Molecular and Developmental Evolution. Greenville, v. 328, n. 7, p.606, 2017. DE CARVALHO L. T. P. et al. Pimelodus blochii; Pimelodus maculatus; 14 Brasil 2017 Molecular identification and Megalonema argentinus; Sorubim lima; phylogenetic analysis of Hemisorubim platyrhynchos; Siluriformes from the Paraguay Pseudoplatystoma fasciatum; River basin, Brazil. Mitochondrial Pseudoplatystoma corruscans; 43

DNA Part A. Campo Grande, v. 28, Pinirampus pirinampu; Zungaro jahu; n. 4, p.543, 2017. Trachelyopterus galeatus; Pterodoras granulosus; Platydoras sp. armatulus; Ageneiosus inermis; Pterygoplichthys anisitsi. DE SOUSA, T. P. et al. Gymnotus paraguensis; Gymnotus 3 Brasil 2017 Cytogenetic and molecular data pantanal; Gymnotus sylvius. Support the occurrence of three Gymnotus species (Gymnotiformes: Gymnotidae) used as live bait in Corumbá, Brazil: implications for conservation and management of professional fishing. Zebrafish. Nova Xavantina, v. 14, n. 2, p.186, 2017. DELI ANTONI, M. Y.; Merluccius australis; Merluccius hubbsi. 2 Argentina 2015 GONZÁLEZ‐CASTRO, M.; DÍAZ DE ASTARLOA, J. M. New tools (DNA barcoding), old hypothesis: the case of the taxonomic identity of the Argentine hakes (Actinopterygii: Merluccius). Journal of Fish Biology. Mar del Plata, v. 87, n. 3, p.793, 2015. DELRIEU-TROTTIN, E. et al. Cirripectes “patuki”. 1 Chile 2018 Evidence of cryptic species in the blenniid Cirripectesalboapicalis species complex, with zoogeographic implications for the South Pacific. Zookeys. Chile, n. 810, p. 127, 2018. DÍAZ, J. et al. First DNA barcode Pterodoras granulosus; Rhinodoras 78 Argentina 2016 reference library for the dorbignyi; Oxydoras kneri; Ageneiosus identification of South American inermis; Ageneiosus millitaris; freshwater fish from the lower Pseudopimelodus mangurus; Rhamdia Paraná river. PLoS One. Santa Fe, quelen; Pimelodella gracillis; Sorubim v. 11, n. 7, p. e0157419, 2016. lima; Pseudoplatustoma corruscans; Pinirampus pirinampu; Luciopimelodus pati; Trachelyopterus galeatus; Pimelodus maculatus; Pimelodus albican; Parapimelodus valeniennis; Iheringichthys labrosus; Aucbenipterus nigripinnis; Xyliphius sp.; Megalonema argentinium; Hoplias malabaricus; Steindachenerina brevipinna; Cyphocharax planatus; Catathyruidium jenynsii; Gymnotus sp.; Eigenmannia trillineata; Lycengraulis grossidens; Potamotrygon motoro; Thoracocharax stellatus; Ramnogaster melanostoma; Pellna flavipinnis; Hypoptoma inexspectatum; Otocinclus amoldi; Rineloricaria parva; Pseudohemiodon laticeps; Pterygoplichthys anisitsi; Hyostomos commersoni; Corydoras paleatus; Hoplotemum littorale; Jenynsia multidentada; Cnesterodon cf. raddai; 44

Cnesterodon decemmaculatus; Hisonatus maculipinnis; Pachyurus bonariensis; Parastegophilus maculatus; Brycon orbignyanus; Brycon cf. hilarii; Cyprinus carpio; Prochilodus lineatus; Salininus brasiliensis; Astyanax gr. fasciatus; Oligosarcus jenynsii; Astyanax asuncionensis; Hyphessobrycon australis; Aphyocharax anisitsi; Cheirodon iterruptus; Odontostilbe pequira; Serrapinnus piaba; Triportheus nematurus; Acestrorhynchus pantaneiro; Charax stenopeterus; Galeocharax hmeralis; Cynopotamus argeteus; Characidium zebra; Characidium rachovii; Bryconamericus iheringli; Rhaphiodon vulpinus; Pygocentrus nattereri; Serrasalmus marginattus; Mylosooma duriventre; Apareiodon afiinis; Schizodon platae; Leporinus obstusidens; Gymnogeophagus balzaii; Crenicichla cf. lepidota; Crenicichla vittata. DURAND, J. D. et al. Systematics Agonostomus monticola; Chaenomugil 8 França 2012 of the grey mullets (Teleostei: proboscideus; Mugiliformes: Mugilidae): Joturus pichardi; Mugll cephalus; Mugil molecular phylogenetic evidence curema; Mugil hospes; Mugil liza; Mugil challenges two centuries of rubrioculus. morphology-based taxonomy. Molecular Phylogenetics and Evolution. Montpellier, v. 64, n. 1, p.92, 2012. ESCOBAR L. M. D. et al. A new Piaractus orinoquensis; Piaractus 2 Brasil 2019 species of Piaractus brachypomus. (Characiformes: Serrasalmidae) from the Orinoco Basin with a redescription of Piaractus brachypomus. Journal of fish biology. Manaus, v. 95, n. 2, p. 411-427, 2019. ESPINEIRA, M. et al. Lophius americanus; Lophius 3 Espanha 2008 Authentication of anglerfish gastrophysus; Lophiodes caulinaris. species (Lophius spp) by means of polymerase chain reaction− restriction fragment length polymorphism (PCR− RFLP) and forensically informative nucleotide sequencing (FINS) methodologies. Journal of Agricultural and Food Chemistry. Pontevedra, v. 56, n. 22, p.10599, 2008. ESPIÑEIRA, M. et al. Bothus leopardinus; Hippoglossoides 10 Espanha 2008 Development of a method for the elassodon; Hippoglossus hipoglossus; genetic identification of flatfish Hippoglossus stenolepis; Lepidopsetta species on the basis of bilineata; Limanda aspera; Limanda mitochondrial DNA sequences. ferruginea; Microstomus pacificus; Journal of agricultural and food 45

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Dactyloscopus foraminosus; Fistularia petimba; Atherinella brasilianus; Diapetrus rhombeus; Porichthys porosissimus; Opsanus beta; Isurus oxyrichus; Ariosoma sp.; Ophichthus gomesii; Gymnothorax ocellatus; Ogcocephalus vespertilio; Aspistor luniscutis; Genidens genidens; Genidens barbus; Cathorops spixii; Bagre bagre; Dules auriga; Achoviella lepidentostole; Opisthonema oglinum; Sarinella brasiliensis; Harenguia clupeola; Tylosurus acus acus; Strongylura timucu; Hemiramphus balao; Peprilus paru; Aluterus monoceros; Pseudopercis semifasciata; Scomberomorus brasiliensis; Scomberomorus regalis; Scomber colias; Thunnus atlanticus; Ruvettus pretiosus; Lepidocybium flavobrunneum; Pomatomus saltatrix; Urophycis brasiliensis; Merluccius hubbsi; Centropomus undecimalis; Centropomus parallelus; Polydactylus virginicus. Achirus lineatus; Chaetodipterus faber; Diplodus argenteus; Chilomycterus spinosus; Abudefduf saxatilis; Kyphosus incisor; Kyphosus sectatrix; Anisotremus virginicus; Anisotremus surnamensis; Conodon nobilis; Haemulon steindachneri; Orthopristis ruber; Carcharhinus limbatus; Rhizoprionodon lalandii; Sphyma lewini; Squatina sp.; Rhinobatos horkelii; Aetobatus narinari; Dasyatis gutatta; Benthobatis kreffi; Narcine brasiliensis; Atlantoraja cyclophora; Atlantoraja castelnaui. ROBERTSON, D. R. et al. Deep- Alepocephalus tenebrosus; Anoplogaster 121 Panamá 2017 water bony fishes collected by the cornuta; Argentina aliceae; Ariosoma B/O Miguel Oliver on the shelf prorigerum; Avocettina bowersii; edge of Pacific Central America: Bajacalifornia burragei; Baldwinella an annotated, illustrated and eos; Balistes polylepis; Barbantus DNA-barcoded checklist. curvifrons; Bathypterois sp.; Zootaxa. San José, p.125, 2017. Bathypterois ventralis; Bathytroctes microlepis; Bellator loxias; Bentartia pusillum; Benthosema panamense; Bollmannia sp.; Bollmannia sp.1; Bollmannia sp.2; Bothrocara molle; Bregmaceros bathymaster; Caulolatilus affinis; Caulophryne pelagica; Cherublemma emmelas; Chiasmodon subniger; Chlorophthalmus mento; Citharichthys platophrys; Coelorinchus canus; Coryphaenoides anguliceps; Coryphaenoides capito; Coryphaenoides carminifer; Cubiceps pauciradiatus; Cynoscion nannus; Decapterus macrosoma; Decodon melasma; Dibranchus erinaceus; Dibranchus 58

hystrix; Dibranchus nudivomer; Dibranchus spinosus; Dibranchus velutinus; Dicrolene filamentosa; Diplectrum euryplectrum; Engyophrys sanctilaurentii; Fowlerichthys avalonis; Gymnothorax equatorialis; Gymnothorax phalarus; Halosaurus attenuatus; Halosaurus radiatus; Hemanthias signifer; Hippoglossina bollmani; Hippoglossina tetrophthalma; Hoplostethus mento; Hyporthodus niphobles; Ilyophis sp.; Kathetostoma averruncus; Lampanyctus parvicauda; Lamprogrammus niger; Lestidiops neles; Leuroglossus urotranus; Lophiodes caulinaris; Lophiodes spilurus; Luciobrotula sp.; Lycodes sp.; Melamphaes sp.; Melanocetus johnsonii; Merluccius angustimanus; Monolene asaedae; Monolene maculipinna; Monomitopus malispinosus; Monomitopus sp.; Nemichthys scolopaceus; Neobythites stelliferoides; Nezumia convergens; Nezumia latirostrata; Nezumia liolepis; Nezumia stelgidolepis; Notacanthus cf. chemnitzii; Notacanthus spinosus; Oneirodes luetkeni; Oneirodes rosenblatti; Ophichthus frontalis; Ophichthus remiger; Ophthalmolycus sp.; Otophidium indefatigabile; Pachycara sp.; Peprilus medius; Peprilus snyderi; Peristedion barbiger; Physiculus nematopus; Platytroctes apus; Pomadasys branickii; Pontinus furcirhinus; Pontinus sierra; Pontinus sp.; Porogadus sp.; Poromitra crassiceps; Prionotus ruscarius; Prionotus stephanophrys; Psenes cyanophrys; Psenes sio; Pseudoscopelus lavenbergi; Psychrolutes sio; Rouleina attrita; Scopelarchoides nicholsi; Scopelengys tristis; Sebastolobus altivelis; Selene brevoortii; Selene peruviana; Serranus aequidens; Serrivomer sector; Sternoptyx diaphana; Stomias atriventer; Symphurus leei; Synchiropus atrilabiatus; Synodus evermanni; Talismania bifurcata; Trichiurus nitens; Umbrina bussingi; Venefica sp.; Venefica tentaculata; Xenomystax atrarius; Yarrella argenteola; Zalieutes elater. ROCHA, Luiz A. et al. Historical Haemulon aurolineatum; Haemulon 37 Estados 2008 biogeography and speciation in plumier; Haemulon squamipinna; Unidos the reef fish genus Haemulon Haemulon steindachner; Haemulon albu; (Teleostei: Haemulidae). Haemulon bonariense; Haemulon Molecular phylogenetics and boschma; Haemulon chrysargyreu; Haemulon melanurum; Haemulon parra; 59

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dimerus; Gymnogeophagus meridionalis; Catathyridium jenynsii; Trachelyopterus galeatus; Corydoras paleatus; Pimelodella laticeps; Rhamdia quelen; Hypostomus commersoni; Loricariichthys anus; Otocinclus cf. vittatus; Pterygoplichthys ambrosettii; Parapimelodus valenciennis; Pimelodus albicans; Synbranchus marmoratus. SALINAS, C. et al. “Pig in a poke Calophysus macropterus; 5 Colômbia 2014 (gato por liebre)”: The Brachyplatystoma vaillantii; Pimelodus “mota”(Calophysus grosskopf; Pinirampus pinirampus; macropterus) Fishery, Molecular Hypophthalmus marginatus. Evidence of Commercialization in Colombia and Toxicological Analyses. EcoHealth. Bogotá, v. 11, n. 2, p.206, 2014. SANTOS, E. O. et al. Apareiodon sp.; Apareiodon vittatus; 4 Brasil 2019 Cytogenetics and DNA barcode Apareiodon affinis; Apareiodon reveal an undescribed piracicabae. Apareiodon species (Characiformes: Parodontidae). Genetics and molecular biology. Curitiba, v. 42, n. 2, p.373, 2019. SARMIENTO-CAMACHO, S.; Bagre marinus; Balistes vetula; Caranx 47 México 2018 VALDEZ-MORENO, M. DNA hippos; Caranx latus; Carcharhinus barcode identification of acronotus; Carcharhinus brevipinna; commercial fish sold in Mexican Carcharhinus falciformes; Carcharhinus markets. Genome. Mexico,v. 61, limbatus; Caulolatilus cyanops; Conodon n. 6, p. 466, 2018. nobilis; Cynoscion nebulosus; Epinephelus morio; Gadus chalcogrammus; Galeocerdo cuvier; Gymnura micrura; Hypanus americanus; Hypophthalmichthys molitrix; Hyporthodus flavolimbatus; Hyporthodus nigritus; Isurus oxyrinchus; Lachnolaimus maximus; Lobotes surinamensis; Lopholatilus chamaeleonticeps; Makaira nigricans; Menticirrhus americanus; Merluccius productus; Mustelus canis; Mustelus sinusmexicanus; Mycteroperca microlepis; Narcine entemedor; Oreochromis sp.; Pagrus pagrus; Pangasianodon hypophthalmus; Paralabrax maculatofasciatus; Paralichthys albigutta; Paralichthys lethostigma; Pomacanthus arcuatu; Rhizoprionodon terraenovae; Salmo salar; Scomberomorus cavalla; Selene vomer; Seriola dumerili; Sphyraena barracuda; Sphyrna lewini; Sphyrna tibur; Thunnus sp. SHIMABUKURO-DIAS, C. K. et Pyrrhulina australis; Bryconops 127 Brasil 2017 al. Molecular identification of the melanurus; Odontostilbe pequira; fish fauna from the pantanal Serrapinnus calliurus; Characidium aff. flood plain area in Brazil. Zebra; Characidium laterale; Gasteropelecus stenichla; Prinobrama 61

Mitochondrial Dna Part A. paraguaynsis; Aphyocharax natteri; Botucatu, v. 28, n. 4, p.592, 2017. Aphycocharax anisitsi; Brycon hilarri; Triportheus sp.1; Triportheus sp.2; Clupeacharax anchoveoides; Bryconamericaus exodon; Knodus cf. chpadae; Creagrutus meridionalis; Xenurobrycon macrops; Piabucus melanostoma; Markianna nigripinis; Tetragonopterus argnteus; Charax leticiae; Roeboides paranaensis; Roeboides bonariensis; Galeocharax humeralis; Jupiaba acanthogaster; Psellogrammus kenndyi; Astyanax abramis; Ctenobrycon alleni; Hemigrammus ulrey; Hemigrammus lunatus; Poptella paraguayensis; Gymnoorymbus ternetzi; Hyphessobrycon megalopterus; Moenkhausia bonita; Hyphessobrycon eques; Moenkhausia forestii; Moenkhausia dichroura; Rivulus punctatus; Acestrorhynchus pantaneiro; Cichlasoma dimerus; Bujurquina vittata; Mesonauta festivum; Crenicichla lepidota; Crnicichla edithae; Apistogramma trifasciata; Apistogramma borelli; Plagioscion ternetzi; Pachyurus bonariensis; Platanichthys platana; Potamotrygon motoro; Auchenipterus nigripinnis; Auchenipterus osteomystax; Entomocorus benjamini; Parauchenipterus galeatus; Hypophthalmus edentatus; Hemisorubim platyrhynchus; Pimelodus maculatus; Pimelodus argenteus; Iheringichthys labrosus; Megalonema platanus; Pirinampus pinirampu; Sorubim lima; Pseudoplatystoma corruscans; Zugaro zugaro; Amaralia hypsiura; Scoloplax distolotrix; Rhamdia quelen; Pimelodella gracilis; Cetopsorhamdia sp.; Impartinis sp.; Phenacorhamdia hoehnei; Platydoras armatulus; Doras eigenmannii; Anadoras weddellii; Brachyhypopomus sp.; Brachyhypopomus pinnicaudatus; Apistogramma commbrae; Gymnorhamphychthys hypostomus; Apteronotus albifrons; Eigenmannia virescen; Sternopygus macrurus; Eigenmannia trilineata; Lephtoplosternum pectorale; Megalechis personata; Gymnotus inequilabiatus; Gymnotus carapo; Gymnotus sp.; Sybranchus marmoratus; Trichomycterus sp.; Leporinus striatus; Leporinus macrocephalus; Leporinus lacustris; Leporinus friderici; Schizodon isognathus; Hemiodopsis semitaeniatus; Hemiodopsis microlepis; Metynnis 62

cuiaba; Catoprion mento; Pygocentrus nattereri; Serrasalmus maculatus; Mylossoma paraguayensis; Piaractus mesopotamicus; Myloplus levis; Hoplerythinus unitaeniatus; Hoplias malabaricus; Curimatopsis myersi; Cyphocharax platanus; Cyphocharax gillii; Steindachnerina conspersa; Steindachnerina nigrotaeniata; Psectrigaster curviventris; Apareiodon affins; Parodon nasus; Hypostomus latifrons; Hypostomus cochliodon; Hypostomus boulengeri; Liposarcus anisitsi; Ancistrus sp.; Otocinclus vittatus; Hypoptopoma inexpectatum; Proloricaria prolixa; Rineloricaria parva; Loricariichthys platymetopom; Ituglanis sp.; Corydoras hastatus; Aspidoras taurus. SILVA, G. S. C. et al. Description Lithoxus planquettei; Lithoxus jariensis; 8 Brasil 2017 of two new species of Lithoxus Lithoxus raso; Lithoxus gr. (Hypostominae: Loricariidae) pallidimaculatus; from rio Jari and rio Amapá Lithoxus gr. bovallii; Lithoxus stocki; basins, Brazilian Guiana Shield. Lithoxus boujardi; Hypostomus Zootaxa. Botucatu, v. 4347, n. 1, p. ancistroides. 151-168, 2017. STAFFEN, C. F. et al. DNA Salmo salar; Thunnus obesus; Seriola 28 Brasil 2017 barcoding reveals the mislabeling zonata; Coryphaena hippurus; of fish in a popular tourist Oreochromis niloticus; Peprilus paru; destination in Brazil. PeerJ. Prionace glauca; Pomatomus saltatrix; Florianópolis, v. 5, p. e4006, 2017. Orthopristis ruber; Micropogonias furnieri; Coryphaena hippurus; Lepidocybium flavobrunneum; Paralichthys orbignyanu; Sardinella aurita; Prionace glauca; Rhizoprionodon lalandii; Carcharhinus plumbeus; Sphyrna lewini; Xiphias gladius; Oreochromis niloticus; Cynoscion guatucupa; Thunnus alalunga; Oncorhynchus kisutch; Seriola lalandii; Ruvettus pretiosu; Isopisthus parvipinnis; Paralichthys patagonicus; Trichiurus lepturus. TRAVENZOLI, N. M. et al. Brycon amazonicus; Brycon aff. 17 Brasil 2015 Cytogenetic and molecular data atrocaudatus; Brycon devillei; Brycon demonstrate that the Bryconinae falcatus; Brycon ferox; Brycon gouldingi; (Ostariophysi, Bryconidae) Brycon insignis; Brycon cf. species from Southeastern Brazil melanopterus; Brycon moorei; Brycon form a phylogenetic and nattereri; Brycon opalinus; Brycon Phylogeographic unit. PloS one. orthotaenia; Brycon orbignyanus; Minas Gerais, v. 10, n. 9, p.18, Brycon petrosus; Brycon sp.; Brycon 2015. vermelha; Henochilus wheatlandii. USSO, M. C. et al. Genetic and Rhamdia quelen. 1 Brasil 2019 chromosomal differentiation of Rhamdia quelen (Siluriformes, Heptapteridae) revealed by repetitive molecular markers and 63

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meeki; Trichromis salvini; Vieja fenestrata; Vieja melanura; Xiphophorus maculatus. VALDEZ‐MORENO, M. et al. Astyanax aeneus; Astyanax mexicanus; 61 México 2009 Probing diversity in freshwater Atherinella sp.1; Belonesox belizanus; fishes from Mexico and Bramocharax baileyi; Bramocharax Guatemala with DNA barcodes. caballeroi; Brycon guatemalensis; Journal of Fish Biology. Nuevo Campostoma anomalum; Chirostoma León, v. 74, n. 2, p.402, 2009. jordani; Chirostoma labarcae; Chirostoma riojai; Cichlasoma salvini; Cichlasoma urophthalmus; Cyprinella lutrensis; Cyprinella rutila; Cyprinodon artifrons; Dionda melanops; Dorosoma petenense; Fundulus cf. grandis; Gambusia sexradiata; Gambusia yucatana; Garmanella pulchra; Heterandria bimaculata; Hexanematichthys assimilis; Ictalurus furcatus; Lepomis megalotis; Menidia menidia; Moxostoma albidum; Notropis amabilis; Notropis cf. stramineus; Notropis chihuahua; Ophisternon aenigmaticum; Ophisternon sp. 1; Oreochromis mossambicus; Oreochromis niloticus; Parachromis friedrichsthalii; Petenia splendida; Poblana alchichica; Poblana letholepis; Poblana squamata; Poecilia mexicana; Poecilia petenensis; Poeciliopsis catemaco; Poeciliopsis pleurospilus; Potamarius nelsoni; Rocio octofasciata; Rhamdia guatemalensis; Rhamdia sp. 1; Rivulus tenuis; Theraps lentiginosus; Thorichthys helleri; Thorichthys meeki; Thorichthys sp. 1; Vieja fenestrata; Vieja godmanni; Vieja intermedia; Vieja maculicauda; Vieja synspila; Xiphophorus alvarezi; Xiphophorus hellerii; Xiphophorus maculatus. VANHAECKE, D. et al. DNA Aplochiton zebra; Aplochiton taeniatu. 2 Reino 2012 barcoding and microsatellites Unido help species delimitation and hybrid identification in endangered galaxiid fishes. PloS one. Aberystwyth, v. 7, n. 3, p. e32939, 2012. VENEGAS, R. P. et al. An Euthynnus alletteratus. 1 Estados 2011 unprecedented aggregation of Unidos whale sharks, Rhincodon typus, in Mexican coastal waters of the Caribbean Sea. PLoS One. Gerogia, v. 6, n. 4, p. e18994, 2011. WEBB, S. A. et al. Molecular Allodontichthys hubbsi; Allodontichthys 41 Reino 2004 phylogeny of the livebearing polylepis; Allodontichthys tamazulae; Unido Goodeidae Allodontichthys zonistius; Alloophorus (Cyprinodontiformes). Molecular robustus; Allotoca catarinae; Allotoca diazi; Allotoca dugesi; Allotoca goslinei; 65

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