REPUBLIQUE ALGERIENNE DEMOCRATIQUE ET POPULAIRE MINISTERE DE L’ENSEIGNEMENT SUPERIEURE ET DE LA RECHERCHE SCIENTIFIQUE Université Larbi Ben M'hidi Oum El Bouaghi Faculté Des Sciences Exactes et des Sciences de la Nature et de la Vie Département des Sciences de la Nature et de la Vie N ° d’ordre…… N ° de série…... Mémoire Présenté pour l’obtention du diplôme de MASTER Filière : Sciences biologiques OPTION : Microbiologie Appliquée Thème

Isolement et screening des actinobactéries à partir des écosystèmes extrêmement salins

Présenté par: MENASRIA Nour El Houda MEZIANE Amira Randa Rimas Devant le jury

Président : DEROUICHE K. M.C.A Univ. Oum EL Bouaghi.

Rapporteur : DJABALLAH C. M.A.A Univ. Oum EL Bouaghi.

Examinateur : HAMAMES M. M.A.A Univ. Oum EL Bouaghi.

Année universitaire : 2019-2020

Remerciements

L’encadrement scientifique de ce travail a été assuré par Mr. DJABALLAH Chamsseddine, Maître-Assistant à l’université Larbi Ben M’Hidi Oum El Bouaghi. Nous tenons vivement à lui exprimer notre profonde reconnaissance et gratitude pour le temps qu’il a consacré pour sa patience, son suivi, sa compréhension, ses écoutes, ses qualités humaines et encore pour les précieuses informations qu’il nous a prodiguées avec intérêt.

Nous tenons à remercier également les membres du jury Mr. DEROUICHE K. et Mr. HAMAMES M. pour avoir accepté d’examiner et d’évaluer ce travail.

Nos remerciements les plus respectueux s’adressent aussi à Mr.ARABI Abed, Mr.Rouar Salim qui n’ont pas hésité à tout moment d’offrir leurs aides scientifiques, encouragements et fructueux conseils.

Nous remercions tous nos chers professeurs qu’on a pu rencontrer pendant notre parcours universitaire.

Nos vifs remerciements vont à tous les membres de BIO-ART CLUB pour leur soutien et encouragements

Dédicace

A la mémoire de ma chére grand-mère maternelle « Fatiha » tu reste toujours présente dans mon cœur, aucun hommage ni remerciement ne saurait être suffisant

A mon très cher grand père maternel « Ahmed »que dieu t’accorde une longue vie pleine de bonheur et de santé

A mes très chers parents, pour leurs sacrifices, leur amour, leur soutien et leurs prières tout au long de mes études

A mon petit frère Mohamed Amir Arseléne que dieu te bénisse

A mes chères tantes Leila et Nora

A ma petite cousine Mimicha

Ainsi qu’a toute ma famille

A mes amies :

Doucha, Hadjer, Aida, Rania Noussaiba, Kenza et Karima

A toute l’équipe BioArt je dédie ce mémoire

Randa

Dédicace

À l’être le plus cher de ma vie, à la femme qui a souffert sans me laisser souffrir qui n’a épargné aucun effort pour me rendre heureuse : Ma mère. Quoi que je fasse ou que je dise, je ne saurai point te remercier comme il se doit. À la mémoire de mon père disparu trop tôt Toi qui n’est plus de ce monde tu demeure à jamais dans mon cœur À mon très cher oncle ‶ Mohamed ″ Tu as toujours été à mes coté pour me soutenir et m’encourager À mon très cher ‶Houssem″ À toute ma famille ; ma grand-mère et mon petit frère adorable‶ Hichem″.

À mon Enseignant ‶Amine HIMEUR″ Il m’a toujours encouragé, stimulé et me guidé Ton appui est inestimable À tous mes amis qui m’ont toujours encouragé, et a qui je souhaite plus de succès ‶Amira, Noussaiba, Arselane, Akram, Oussama et Islem″ À toute l’équipe de Bio-Art surtout ‶Marou, Jouhaina, Dalal et Maria″ Je dédie ce mémoire

Houda

LISTE DES ABREVIATIONS

LB : Luria–Bertani

ARDRA : L’analyse amplifiée des restrictions de l’ADNr.

MB : Méga Base

ATCC : American Type Culture Collection

MG : mannosylglycérate

Mod-Actino: Actinobactéries modernes

CCA : Colloidal chitin agar

CCMS : Cellulose-caséine-multisels

ISP : Milieu International Streptomyces Project.

CE : Conductivité Electrique

CM : Complexe Medium

CMB : Concentration minimale bactéricide

OTR : Oxygene transfert Rate

CMI : Concentration minimale inhibitrice

P/V : poids par volume

PHB : Dépolymérase extracellulaire de Polyhydroxybutyrate

ELL : Extraction liquide-liquide

RC : Réhydration et centrifugation

SARM : Staphylococcus aureus résistant à la méthicilline

GTY : Glucose Tryptone Yeast Extract agar

GW1 : Mannitol- casein acid hydrolysis

SCA : Starch -Casein Agar

GYM : Glucose-yeast extract-malt extract agar LISTE DES ABREVIATIONS

SDS : Sodium Dodécyl Sulfate

HV : Humic acid Vitamine agar

SHF : Super haute fréquence

HV : Vitamine et acide humique

SMF : Submerged fermetation

Smf : Fermentation submergée

SSC : Sodium saline citraté

SSF : Solide state fermentation

SSF : Fermentation de substrats solides

SW 10%: 10% milieu d’eau saline w/v : weight / volume

LISTE DES FIGURES

Page

Figure 1: Système de classification phylogénétique pour les Actinobacteria 7 propos par Stackebrandt et al. (1997) (Lawson, 2018).

Figure 2: Les étapes impliquées dans le cycle de vie d’une actinobactérie 9 filamenteuse (Trujillo, 2016).

Figure 3: Écologie des actinomycètes dans la nature (van der Meij et al., 2017). 12

Figure 4: Méthode d’isolation du filtre à membrane pour les actinomycètes 36 (Subhashini 2018).

Figure N° 5: Recherche de l’activité antimicrobienne par la technique de stries 55 croisées (Benouagueni., 2015).

Figure N° 6 : dessin schématique d’une ampoule de décantation avec deux 62 couches distinctes de liquides (Moldoveanu et David, 2015).

LISTE DES TABLEAUX

Page

Tableaux 1 : Diversité taxonomique des actinomycètes halophiles 15 (Hozzein, 2015).

Tableaux 2 : Récapitulatif des différents métabolites bioactifs produits par les 22 actinomycètes halophiles et halotolérants

Tableau 3 : Pourcentages d’utilisation des milieux de culture dans les protocoles 40 d’isolement des actinomycètes halophiles et halotolérants dans les articles scientifiques.

Tableau 4 : Les milieux de culture et les conditions d’incubation nécessaire à 42 l’isolement des actinomycètes halophiles et halotolérant appartenant au genre Nocardiopsis.

Tableau 5 : Les milieux de culture et les conditions d’incubation nécessaire à 43 l’isolement des actinomycètes halophiles et halotolérant appartenant aux genres Actinopolyspora et Nesterenkonia.

Tableau 6 : les milieux de culture et les conditions d’incubation nécessaire à 45 l’isolement des actinomycètes halophiles et halotolérant appartenant aux genres Streptomonospora, Saccharopolyspora, Prauserella et Amycolatopsis.

Tableau 7 : Les milieux de culture et les conditions d’incubation nécessaire à 46 l’isolement des actinomycètes halophiles et halotolérant appartenant aux genres Glycomyces et Streptomyces.

Tableau 8 : Les sources de carbone et d’azote utilisés dans l’isolement des 49 actinobactéries halophiles et halotolérants.

Tableau 9 : Comparaison entre la fermentation solide et liquide (Manpreet et al., 60 2005) .

REMERCIEMENTS

DÉDICACES

LISTE DES ABRÉVIATIONS

LISTE DES FIGURES

LISTE DES TABLEAUX

Table de matières Pages  INTRODUCTION 2

 Chapitre 01 : les actinomycètes 1. Généralités 5 2. Classification des actinobactéries 6 3. Morphologie des actinomycètes 8 4. Ecologie et distribution dans la nature 10

5. Les actinobactéries halophiles 12 5-1-Halophilie et halotolérance 13 5-2-Diversité taxonomique des actinomycètes halophiles 14 5-3-Distribution des actinomycètes halophiles et halotolérants dans 17 l’environnement 5-4-Facteurs influençant la distribution des actinomycètes dans le sol 18 salin 5-4-1-NaCl 19 5-4-2—Humidité 5-4-3-pH 5-5-Mécanisme d'adaptation en milieu salin 19 5-6-Biotechnologie des actinobactéries halophiles et halotolérantes 21

 Chapitre 02 : Isolement des actinomycètes 1-Collecte des échantillons 27 1-1-À partir de l’eau 27 1-2- À partir du sol 28 2-Caractéristiques physico-chimiques des échantillons 29 2-1-Propriétés physico-chimiques du sol 29 2-2-Propriété physicochimique de l’eau 30 3-Principes de base pour l'isolement des actinomycètes 30 4-Les approches d’isolement des actinomycètes 31 4-1-Prétraitement physique et chimique de l’échantillon 32

4-2-Inhibition sélective 34 4-3-Sélection nutritionnelle 35 4-4- Isolement sur les membranes à filtres 35 4-5-Les méthodes d’enrichissement 36 4-6-Méthode intégrée 37 5-Conception des milieux de culture utilisés pour l’isolement des 37 actinomycètes 6-Isolement des actinomycètes halophiles 39  Chapitre 03 : Criblage, Fermentation et Extraction I-Criblage et évaluation de l’activité antibactérienne des actinomycètes 53 1-Méthodes par diffusion en milieu gélosé 53 1-1-Principe de la méthode 53 1-2-Méthode de diffusion sur disque / méthode Kirby-Bauer 53 1-3-Méthode de diffusion des puits d’agar 54 1-3-1-Technique des cylindres d’agar 54 1-3-2-La méthode à stries croisées 54

II-Production de biomolécules par les techniques de fermentation 56 1-Fermentation solide 57 1-2- Principe 57 1-3- Types de la fermentation solide 57 1-4- Avantages et limites 57 2-Fermentation liquide 58

2-1-Définition 58 2-2- Principe 58 2-3-Influence de la morphologie sur la capacité des actinomycètes à 59 produire des antibiotiques et d'autres produits en culture submergée 2-4-Avantages et limites 59 3-Les conditions optimales de la fermentation 61

III-Extraction liquide-liquide 64 1-Procédures courantes d’extraction liquide-liquide 64 2-Sélection des solvants 65 3- Les facteurs qui influencent l’extraction 65

3-1-L’influence du pH sur l’extraction 65 3-2-Modifications chimiques qui affectent l’extraction 65 3-3-Facteurs non chimiques affectant l’extraction 65 4-Avantages et inconvénients de l’extraction liquide-liquide 66 CONCLUSION GÉNÉRALE ET PERSPECTIVES 68 RÉFÉRENCES BIBLIOGRAPHIQUES ANNEXES RÉSUMÉ

Introduction

INTRODUCTION

La résistance aux antibiotiques est un aspect particulier de l'évolution bactérienne. L'apparition d'une résistance peut être un événement rare, voire transitoire, si elle n'offre pas un avantage sélectif contre une molécule présente dans l'environnement (Courvalin, 2008).

L'évolution des bactéries vers la résistance résulte de deux étapes indépendantes - l'émergence et la dissémination - bien que, comme nous le verrons, le mécanisme de la première étape puisse largement influer sur le succès de la deuxième étape (Courvalin, 2008). La perception commune, cependant, est que le problème est considéré comme exclusivement associé à la surutilisation / mauvaise utilisation d'antibiotiques chez l'homme et les animaux. Ceci est vrai pour la dissémination clonale de bactéries pathogènes avec des mécanismes de résistance basés sur la modification de molécules cibles en raison d'événements de mutation et d'une sélection fortement positive de mutants. Cependant, la majorité des résistances aux antibiotiques sont le plus souvent des cas de résistance acquise, résultant du transfert latéral de gènes de résistance aux antibiotiques provenant d'autres bactéries écologiquement et taxonomiquement éloignées (Aminov et Mackie, 2007).

Deux solutions essentielles peuvent être utilisées afin de venir à bout de ce problème : une meilleure utilisation des antibiotiques et la réduction de leur consommation d’une part, et la recherche de nouvelles molécules bioactives d’autre part (Strub et al., 2008). Ainsi, l’organisation mondiale de la santé a renforcé son avertissement que pour lutter contre la menace croissante de résistance aux antimicrobiens, le développement de nouveaux antibiotiques fait gravement défaut (Panchal et al., 2019).

Il a été estimé que les actinobactéries peuvent être considérées comme une source d'un tiers des produits de biotechnologie microbienne et ont donc le troisième rang dans les génomes bactériens les plus séquencés (Yoon et al., 2017 ; Hamedi et al., 2019).

Pour trouver de nouveaux producteurs de composés bioactifs, l'exploration des écosystèmes exposés à des conditions environnementales extrêmes est une approche intéressante. Par conséquent, la recherche des dernières années est orientée vers le dépistage et l'isolement des actinomycètes des habitats inexploités (Singh et al., 2014 ; Harir et al., 2017).

La recherche des actinomycètes producteurs de nouveaux antibiotiques en Algérie a été menée dans divers environnements tels que les lacs, les sebkhas et le sol Saharien (Kitouni et al., 2005). En plus du sol, ils ont été isolés dans de nombreux environnements aquatiques, à

2 INTRODUCTION savoir les écosystèmes marins, les eaux douces et les marécages salés (Al-Zarban et al., 2002 ; Boughachiche et al., 2005 ; Kitouni et al., 2005).

L’objectif principal de notre étude consiste à définir la démarche d’isolement des souches actinomycétales provenant des écosystèmes extrêmes notamment hypersalins. Ainsi, nous nous sommes intéressés aux :

 Conditions d’isolement de quelques genres actinobactériens présents dans ces écosystèmes ;

 Techniques de criblage et de mise en évidence des activités antimicrobiennes ;

 Procédés de production et d’extraction des substances bioactives.

3

Revue bibliographique

Chapitre 01

CHAPITRE 01 LES ACTINOMYCETES

1-Généralité

Avant les années 1940, les actinomycètes étaient intéressants en raison de leurs couleurs et odeurs distinctives lorsqu'ils étaient cultivés sur des milieux de laboratoire, ou parce qu'ils étaient des agents pathogènes chez les animaux, les humains et les plantes. L'un des actinomycètes pathogènes pour l'homme est Mycobacterium tuberculosis. Les actinomycètes sont également à l'origine de nombreux composés utilisés pour traiter ou prévenir les maladies infectieuses (Dietz et Currie, 1996).

En 1940, l’histoire de la découverte et du développement d’antibiotiques est indissociablement liée aux actinobactéries et surtout aux membres du genre streptomyces, la streptomycine était le premier antibiotique sur le marché produit par une actinobactérie et a été développé dans les laboratoires de Waksman (Wink et al., 2017).

Les actinobactéries constituent l'un des plus grands phylums bactériens, et elles sont réparties de manière omniprésente dans les écosystèmes aquatiques et terrestres (Barka et al., 2016).

Les actinobactéries sont des bactéries à Gram-positif, à haute teneur en guanine et en cytosine dans leur ADN, ayant une morphologie filamenteuse caractéristique (Dhakal et al., 2017 ; Puttaswamygowda et al ., 2019).

Elles se développent par une combinaison d'extension de la pointe et de ramification des hyphes. C'est ce qui leur a donné leur nom, qui dérive des mots grecs pour ray (aktis ou aktin) et champignons (mukēs) (Barka et al., 2016).

A l’origine, les actinobactéries ont été considérées comme un groupe intermédiaire entre les bactéries et champignons (Naikpatil et Rathod, 2011) ; du fait de leur morphologie fongique (présence de filament ramifiés, sporulation) (Reponen et al., 1998). Ce problème est résolu et ce groupe de microorganismes est définitivement classé parmi les bactéries (Becker et al., 1965) , car elles présentent néanmoins certaines caractéristiques des bactéries, notamment au niveau de leur paroi qui renferme parfois des énantiomères de l’acide diaminopimélique (meso-DAP et LL-DAP) constituant du peptidoglycane, et jamais de chitine ou de cellulose (Aouar, 2006). De plus, elle sont sensibles à la pénicilline, alors que les champignons ne le sont pas (Williams et al., 2019).

Toutefois, les actinomycètes sont connus par leur temps de génération très élevé comparer à celui des bactéries principalement, ce qui rend leur isolement une tache difficilement réalisable (Djaballah, 2010).

5 CHAPITRE 01 LES ACTINOMYCETES

La plupart des actinomycètes du sol sont des aérobies stricts (Goodfellow et Williams, 1983). Il a été a proposé que Streptomyces spp. peut également s'adapter à la croissance dans des conditions microaérophile (van Keulen et al., 2003 ) , alors que S. coelicolor possède des enzymes pour s'adapter au métabolisme dans des conditions anoxiques ou microaérobies, comme le font les actinomycètes pathogènes comme les corynébactéries et les mycobactéries (Wink et al., 2017).

Les actinobactéries présentent un large génome souvent plus de 8,0 MB, ce qui est l’une des raisons de leur puissance pour produire tant de métabolites bioactifs différents. La régulation de la biosynthèse des métabolites secondaires est un processus complexe (Poole., 2012 ; Wink el al., 2017).

On estime que seulement 10% des produits chimiques bioactifs des actinobactéries ont été découvert à ce jour. Les actinomycètes et surtout les streptomycètes présentent des capacités métaboliques uniques (Chater et al., 2010 ), Avec plus de 600 espèces valablement décrites, Streptomyces est le plus grand genre dans le monde bactérien (Wink et al., 2017).

2-Classification des actinobactéries

La classification et la taxonomie des Actinobacteria étaient principalement basées sur des critères phénotypiques, dans lesquels les caractéristiques morphologiques, chimiques et physiologiques ont été étudiées. La morphologie de la colonie, la chaîne des spores, la couleur du mycélium substrat et du mycélium aérien, et les pigments diffusibles sont encore des facteurs importants dans la différenciation des genres mais ne fournissent pas d’informations adéquates pour la classification de ce phylum (Mohammadipanah et Dehhaghi, 2017). En 1997, un schéma de classification a été proposé pour les actinobactéries basé uniquement sur les données du séquençage du gène d’ADNr 16S (voir figure 1). Dans ce système, les taxons phylogénétiquement voisins au niveau du genre ont été regroupés en familles, sous-ordres, ordres, sous-classes et classe (classe « Actinobacteria ») sans tenir compte des caractéristiques phénotypiques (Trujillo et al., 2016).

6 CHAPITRE 01 LES ACTINOMYCETES

Figure 1: Système de classification phylogénétique pour les Actinobacteria proposé par Stackebrandt et al. (1997) (Lawson, 2018). Selon la première édition du Bergey’s Manual of systematique bactériology, les Actinobacteria appartenaient à l’ordre des Actinomycetales et étaient subdivisées en 4 familles de Streptomycetaceae, Actinomycetaceae, Actinoplanaceae et Mycobacteriaceae.

La taxonomie d’Actinobacteria a considérablement évolué au fil du temps avec l’accumulation d’informations. Dans la deuxième édition du Bergey’s Manual of systematique bactériology, Actinobacteria a été inclus séparément dans le cinquième volume. Le phylum Actinobacteria est séparé en 6 classes : Actinobacteria, Acidimicrobiia, Coriobacteriia, Nitriliruptoria, Rubrobacteria, et Thermoleophilia. La classe Actinobacteria est subdivisée en 16 ordres : Actinomycetales, Actinopolysporales, Bifidobacteriales, Catenulisporales, Corynebacteriales, Frankiales, Glycomycetales, Jiangellales, Kineosporiales, Micrococcales, Micromonosporales, Propionibacteriales, Pseudonocardiales, Streptomycetales, Streptosporangiales et Incertae sedis.

Le Bergey’s Manual of Systematics of Archaea and Bacteria a montré que phylum Actinobacteria comprend 5 classes, 19 ordres, 50 familles et 221 genres. Cependant, de nombreux nouveaux taxons continuent d’être découverts, de sorte que cette liste est certainement inachevée (Amin et al., 2020).

7 CHAPITRE 01 LES ACTINOMYCETES

3-Morphologie des actinomycètes

Couvrant plus de 200 genres, les membres des actinobactéries affichent une remarquable variation en termes de morphologie cellulaire : cocci chez les Micrococcus, tiges dans Mycobacterium, des hyphes ramifiés portant des spores telles que Micromonospora, mycéliums qui se fragmentent en éléments coccoides et en formes de bâtonnets cellulaires chez les Nocardia (Wink et al., 2017).

3-1-Mycélium substrat et Mycélium aérien

Les actinomycètes classiques ont un mycélium radial bien développé. Selon la différence de morphologie et fonction, le mycélium peut être divisé en mycélium du substrat et mycélium aérien.

3-2-Mycélium substrat

Connu sous le nom de mycélium végétatif ou mycélium primaire dont la fonction principale est l'absorption des nutriments pour la croissance des actinobactéries (Li et al., 2016).

3-3-Mycélium aérien

Dans de nombreux actinomycètes, des filaments se développant verticalement peuvent être observés, appelés hyphes aériens. Le réseau d'hyphes aériens forme alors une couverture à la surface de la colonie de ces bactéries. L’hyphe sera divisé en chaînes de spores immatures sous une division cellulaire contrôlée et complexe. Les spores matures peuvent alors se propager et former un nouveau mycélium (Wink et al., 2017).

3-4-Les hyphes pigmentés

Les actinobactéries sont depuis longtemps connus pour produire des pigments, qui peuvent être rouges, jaunes, oranges, roses, brun, bleu ou noir. Cette production est variable en fonction de la souche, du milieu de culture utilisé et de l’âge de la culture. Les pigments mélanoïdes ne sont pas essentiels à la vie et le développement des organismes, mais ils jouent un rôle crucial dans l’amélioration de leur survie et de leur compétitivité. Ils sont formés par la polymérisation oxydative des composés phénoliques et indoliques (Barka et al., 2016) et ils sont responsables de la couleur du mycélium substrat et aérien (Ul-Hassan et Wellington, 2009).

8 CHAPITRE 01 LES ACTINOMYCETES

3-5-Des hyphes aériens aux spores

Comme les hyphes végétatifs, les hyphes aériens se développent par extension de la pointe. Une fois qu’une biomasse aérienne suffisante est générée, un signal est transmis qui entraîne l'arrêt de la croissance, suivi par le début de la sporulation. L'événement marquant du début de la sporulation est l'initiation de la division cellulaire spécifique à la sporulation. Lors de cette division, plusieurs cloisons se forment dans des hyphes presque simultanément et en mode symétrique, suivie de la formation des compartiments de spores et la fission cellulaire. Il en résulte des chaînes de spores qui contiennent chacunes une seule copie du chromosome bactérien (Barka et al., 2016).

3-6-Le cycle de vie des actinomycètes

Contrairement aux bactéries unicellulaires, les actinobactéries filamenteuses sont caractérisées par un cycle de vie complexe qui commence par une spore ou un fragment de mycélium qui se transforme en hyphes ramifiés qui peut se développer à la fois sur la surface de la gélose et en elle pour former un mycélium végétatif ou du substrat. Les hyphes sont divisés en cellules longues (jusqu’à 20-25 µm de long) contenant plusieurs nucléoïdes. De nombreuses actinobactéries ont également un mycélium aérien qui s’étend au dessus du substrat mycélium. Des spores externes asexuées appelés des conidies peuvent se former à la fois dans le substrat et le mycélium aérien (figure 2) (Trujillo, 2016).

Figure 2 : Les étapes impliquées dans le cycle de vie d’une actinobactérie filamenteuse (Trujillo, 2016). Il convient de noter que dans la plupart des cas, le cycle de vie des actinobactéries présente différentes morphologie comme Arthrobacter sp présenté sur la figure (2) .De plus selon les conditions de culture, la morphologie cellulaire peut différer. Acidothermaceae se

9 CHAPITRE 01 LES ACTINOMYCETES développe sous forme de filaments minces lorsque la source de carbone est le glucose et le cellobiose, et sous forme de courtes tiges lorsque la source de carbone est la cellulose ou le xylane (Wink et al., 2017).

4-Ecologie et distribution dans la nature

Les métabolites bioactifs assurent des fonctions écologiques importantes, aussi diverses que leurs structures chimiques (van Bergeijk et al., 2020). Les Actinobactéries en tant que producteurs de molécules bioactives représentent un groupe dominant de micro- organismes largement distribué dans divers écosystèmes terrestres et aquatiques, principalement dans le sol (Anandan et al., 2016), où elles jouent un rôle important dans le recyclage des nutriments et la dégradation des composés xénobiotiques (Trujillo, 2016). Elles sont également connues pour leur contribution à la décomposition des composants complexes du sol, de la litière et des composts tels que l'amidon, la chitine, la pectine, cellulose, hémicelluloses et lignocelluloses (Wink et al., 2017).

Les actinobactéries peuvent être trouvé à la surface du sol et en profondeur en plus de 2 m sous terre (Barka et al ., 2016). Les streptomycètes constituent une composante majeure de sa population (Anandan et al., 2016), et sont responsables de l’odeur terreuse caractéristique du sol en produisant des substances volatiles appelée géosmine (Trujillo, 2016).

Les principaux facteurs écologiques qui influence l'activité et la distribution des actinobactéries dans le sol sont la disponibilité des nutriments, l’humidité, le pH, le rayonnement UV, la salinité, la température (Trujillo, 2016), l’anaérobiose ou la compétition microbienne (van der Meij et al., 2017).

Les actinobactéries marines, en particulier celles isolées des environnements littoraux (par exemple, les sédiments côtiers peu profonds), seraient taxinomiquement relative aux genres terrestres connus et donc très probablement originaires des spores dormantes déposées dans ces environnements à partir des eaux de ruissellement terrestres. Ainsi, les procédures d'échantillonnage moléculaire ont également révélé l'existence d'actinobactéries vraiment adaptées à la mer. Les exemples comprennent Rhodococcus marinonascens ainsi que le nouveau genre Salinispora (Wink et al., 2017).

Les actinomycètes sont bien adaptés à la vie dans le sol ou les milieux aquatique et vivre en symbiose avec les plantes, champignons et animaux (van der Meij et al., 2017). Ce sont les hôtes bienvenus de nombreux autres organismes et cela est souvent lié à leur capacité

10 CHAPITRE 01 LES ACTINOMYCETES

à produire des molécules actives utiles comme les antimicrobiens pour lutter contre les bactéries ou les champignons pathogènes, ou des enzymes pour dégrader des biopolymères résilients (van der Meij et al., 2017).

Dans le sol rhizosphérique, les actinobactéries représentent une proportion élevée avec 30% de la biomasse microbienne, elles sont représenté par les genres Streptomyces et Nocardia (yadav et al., 2018) , d’autres genres nommés, Frankia et Micromonospora, forment des symbioses mutualistes avec des organismes supérieurs via la fixation d'azote par les actinonodules dans les arbres et arbustes (Barka et al ., 2016).

Par rapport à d'autres bactéries, les actinomycètes jouent un rôle relativement mineur dans les maladies des plantes (Bignell et al., 2010). Les actinobactéries phytopathogènes les plus connues sont Streptomyces scabiei, S. acidiscabies et S. turgidiscabies qui provoquent la maladie de gale commune de la pomme de terre (Loria et al., 2006).

Chez les insectes, et plus particulièrement chez les Hyménoptères, d’autres exemples d’associations positives avec des actinobactéries ont été rapportées (Birer., 2017). Selon une étude récente, des Streptomyces et des Amycolatopsis producteurs d'antibiotiques ont été isolés d'un genre de fourmis (Allomerus) (Kaltenpoth et Engl.,2014). Il est intéressant de noter que la mise en culture des actinobactéries cuticulaires d’insectes a permis d’isoler de nouvelles structures bioactives contre des pathogènes humains (Birer.,2017).

Elles ont été également trouvées dans le corps humain et sont des membres importants d'un microbiote normal en particulier Corynebacterium, Propionibacterium, Rothia, Actinomyces et Bifidobacterium sont les genres d’actinobactéries les plus importants qui se trouvent chez des individus en bonne santé (Lawson, 2018).

Contrairement à ces symbioses bénéfiques, les actinobactéries peuvent également être des pathogènes virulents provoquant des maladies telles que la tuberculose (M. tuberculosis), la lèpre (M. leprae)… (Lewin et al., 2016).

Les habitats comprennent également des emplacements plus extrêmes, tels que les sédiments d'eau profonde et les sols désertiques hyperarides (Lawson., 2018). Il est important de souligner que les environnements extrêmes sont caractérisés par un ou plusieurs facteurs physicochimiques extrêmes tel que l’acidité ou l’alcalinité, la salinité, la radioactivité, la chaleur ou le froid (Jiang et al., 2011).

Généralement les actinomycètes peuvent être répondus sur une large gamme de produits non naturels tel que le sol pollué (Goodfellow et Williams, 1983) et même dans des

11 CHAPITRE 01 LES ACTINOMYCETES réservoirs de carburateurs ; Nocardia asteroides et Rhodococcus spp sont fréquemments isolées à partir des sols pollués par le pétrole (Wink et al., 2017).

Dans une certaine mesure, « tout est partout et l'environnement sélectionne », comme le microbiologiste Néerlandais Baas-Becking a proposé il y a près d'un siècle, (Figure1) (van Bergeijk et al., 2020).

Figure 3 : Écologie des actinomycètes dans la nature (van der Meij et al., 2017).

5-Les actinobactéries halophiles

Le biote microbien est puissant; il peut être trouvé partout sur un large éventail de conditions chimiques ou physiques extrêmes (salinité, température, pH, pression, et conditions nutritionnelles). Par conséquent, les chercheurs se sont intéressés par les organismes fascinant identifiés comme extrémophiles en raison de leur capacité à vivre dans des conditions environnementales extrêmes. Pour chaque condition environnementale extrême étudiée, il existe une variété des organismes déterminés que non seulement peuvent croître dans ces conditions extrêmes, mais que exigent aussi souvent ces conditions d'existence. Les

12 CHAPITRE 01 LES ACTINOMYCETES environnements hypersalins sont ceux dont la concentration en sel dépasse environ 3,5% total dissous sels, ils sont principalement représentés par lacs et sols salins (Abdelshafy et al., 2018).

L’isolement des actinomycètes à partir d’environnements très salés et leur tolérance à des concentrations élevées de sel ont été décrits pour la première fois par Tresner et al. en 1968 et par Gottlieb en 1973. La première souche d’actinomycète halophile extrême a été isolée fortuitement par Gochnauer en 1975, à partir d’une contamination d’une culture d’halobactérie ensemencée sur un milieu à 25% de NaCl (Boudjelal et al., 2012).

5-1-Halophilie et halotolérance

Les micro-organismes trouvés dans les environnements extrêmes ont attiré beaucoup d’attention, en raison de la production par ces micro-organismes de divers composés naturels et leurs mécanismes spécialisés d'adaptation aux environnements extrêmes (Jameel et al., 2016).

Par définition, les organismes halophiles (du grec «alos» signifiant «sel» et «phileine» signifiant «aimer») sont des êtres vivants qui tolèrent ou ont besoin de sel pour leur croissance (Seck et al., 2018). Les halophiles sont caractérisés en fonction de leurs besoins de sel pour la croissance en conditions hypersalines. En revanche, les bactéries halotolérantes n'ont pas besoin de NaCl pour leur croissance, bien qu'ils poussent dans une salinité élevée et dans des environnements dépourvus de forte concentration de sel (Ara et al., 2013)

Afin de décrire les micro-organismes en fonction de leur comportement vis-à-vis du sel, différents schémas de classification ont été élaborés. Bien que plusieurs classifications ou catégories aient été proposé (Ara et al., 2013) , La classification la plus utilisée par la plupart des scientifiques a été proposé par Kushner et Kamekura. Cette classification est basée sur la croissance optimale des micro-organismes par rapport à la concentration de NaCl. Sur la base de cette classification, les microorganismes halophiles sont divisés en catégories suivantes: (1) halophiles extrêmes, capables de croître de façon optimale dans les 15–30% (2,5–5,2 M) NaCl,(2) halophiles modérés, croissant de manière optimale dans les milieux avec 3–15% (0,5–2,5 M) de NaCl, (3) halophiles légers, capables de croître de manière optimale entre 1 et 3% (0,2-0,5 M) de NaCl. En revanche, les micro-organismes non halophiles sont les organismes qui se développent de manière optimale dans des milieux contenant moins de 1% (0,2 M) de NaCl. Cependant, les bactéries capables de se développer en l'absence ainsi qu'en présence de sel qui peuvent tolérer des concentrations de NaCl relativement élevées sont

13 CHAPITRE 01 LES ACTINOMYCETES désignées halotolérantes ou extrêmement tolérant si la tolérance dépasse 15% (2,5 M) de NaCl. Il existe des représentatives d'actinobactéries dans toutes les catégories mentionnées ci- dessus.

Un point important qui doit être mentionné ici est que les besoins en sel et la tolérance de nombreuses espèces peuvent varier en fonction des conditions de croissance telles que la composition et la température. Par conséquent, la température de croissance doit être spécifiée dans la définition de la gamme de sel pour la croissance. Un exemple de cet effet est Marinococcus halophilus qui pousse en présence de faibles concentrations à partir de 0,01 M NaCl à 20 ° C, mais au moins 0,5 M est nécessaire à 25 °C pour une croissance optimale. (Hozzein, 2015).

5-2-Diversité taxonomique des actinomycètes halophiles

La classe des Actinobactéries constitue l’un des principaux phylums des Bacteria sur la base de sa position de ramification dans les arbres phylogénétiques d'ARNr 16S. À ce jour, 219 genres (dans 48 familles) ont été hébergés dans la classe Actinobacteria, cette classe est subdivisée en quatre sous-classes: Acidimicrobidae, Actinobacteridae, Coriobacteridae, et Rubrobacteridae (De la Haba et al., 2011). Une approche polyphasique comprenant des études moléculaires, chimio-taxonomiques, génotypiques et phénotypiques a été suggérée et/ou utilisée pour l’identification complète d’Actinobacteria. L’analyse amplifiée des restrictions de l’ADNr (ARDRA) ou les analyses de l’ADNr 16S ont été appliquées pour établir leur nomenclature sans culture qui a accru la connaissance de leur diversité (Hamedi et al., 2015).

Les actinobactéries halophiles et les parents non halophiles sont trouvé ensemble dans tous les arbres phylogénétiques, et de nombreux genres et familles ont des représentants halophiles et halotolérants (Hamedi et al., 2013). À ce jour, les actinobactéries halophiles et halotolérantes n’ont été hébergées que dans la sous-classe Actinobacteridae de la classe Actinobacteria, et des trois ordres Actinomycetales, Bifidobacteriales, et Nitriliruptorales de la sous-classe Actinobacteridae, seuls les Actinomycetales comprennent l’actinobactérie halophile et halotolérant (Hozzein, 2015).

Il a été signalé que les actinobactéries halophiles et halotolérants valides de 66 genres qui sont appartenaient à 28 familles, dont les Actinopolysporaceae, Bogoriellaceae, Brevibacteriaceae, Cellulomonadaceae, Corynebacteriaceae, Demequinaceae, Dermabacteraceae, Dermacoccaceae, Dietziaceae, Euzebyaceae, Geodermatophilaceae,

14 CHAPITRE 01 LES ACTINOMYCETES

Glycomycetaceae, Intrasporangiaceae, Microbacteriaceae, Micrococcaceae, Micromonosporaceae, Nitriliruptoraceae, Nocardiaceae, Nocardioidaceae, Nocardiopsaceae, Promicromonosporaceae, Propionibacteriaceae, Pseudonocardiaceae, Ruaniaceae, Rubrobacteraceae, Streptosporangiaceae, Streptomycetaceae et Thermomonosporaceae (Hamedi et al., 2015) et 10 sous-ordres dont Actinopolysporineae, Corynebacterineae, Glycomycineae, Jiangellineae, Micrococcineae, Micromonosporineae, Propionibacterineae, Pseudonocardineae, Streptomycineae et Streptoporangineae (tableau 1) (Hozzein, 2015).

Le genre le plus abondamment décrit avec tous les membres déclarés comme halophiles était Actinopolyspora (13 espèces signalées), tandis que le plus grand genre halophile et halotolérant était Nocardiopsis (31 espèces signalées dont 16 espèces étaient halophiles). Les espèces les plus tolérées étaient Actinopolyspora algeriensis et Actinopolyspora mzabensis , pourraient croitre en présence de jusqu’à 32 % NaCl (w/v), alors que, Actinopolyspora halophila , Actinopolyspora egyptensis , Actinopolyspora righensis et Actinopolyspora saharensis ont présenté les besoins en NaCl les plus élevés pour une croissance optimale de 15 à 20 % de NaCl (p/v), suivis d’Actinopolyspora mzabensis, dont la croissance est optimale à 10 à 28 % de NaCl (p/v). L’espèce la plus souple tolérant le NaCl était Rubrobacter bracarensis qui pouvait tolérer de 3 à 30 % (p/v) de sel (Hamedi et al., 2015).

15 CHAPITRE 01 LES ACTINOMYCETES

Tableau 1: Diversité taxonomique des actinomycètes halophiles (Hozzein, 2015). Sub-order Famille Genre Espèce A.halophila , A.xinjiangensis Actinopolysporineae Actinopolysporaceae Actinopolyspora A. righensis A. mzabensis Corynebacterineae Corynebacteriaceae Corynebacterium C.halotolerans Glycomycineae Glycomycetaceae Glycomyces G.halotolerans Haloactinopolyspora Jiangellineae Jiangellaceae H.alba Jiangella Bogoriellaceae Georgenia G.halophile Cellulomonadaceae Cellulomonas C.phragmiteti , Intrasporangiaceae Serinicoccus S. marinus , Microbacterium M.halotolerans , Microbacteriaceae Micrococcineae Salinibacterium S. xinjiangense , Arthrobacter A.halodurans , Micrococcaceae Kocuria K.halotolerans, Nesterenkonia N.halotolerans , Promicromonosporaceae Isoptericola I.halotolerans, Ruania R. albidiflava, Ruaniaceae H.album Haloactinobacterium M.halophytica Micromonosporineae Micromonosporaceae Micromonospoa

Aeromicrobium A. halocynthiae, Propionibacterineae Nocardioidaceae Nocardioides N. halotolerans. Amycolatopsis A.halophile , Haloechinothrix H. alba, Pseudonocardineae Pseudonocardiaceae Prauserella P.halophile,

Saccharomonospora S.halophile, Saccharopolyspora S. lacisalsi S.albiaxialis Streptomycineae Streptomycetaceae Streptomyces

Haloactinospora H.alba, N.rosea , Nocardiopsis S.qingdaonensis , Streptosporangineae Nocardiopsaceae Salinactinospora S. Arabica, Streptomonospora T. halotolerans Thermobifida

5-3-Distribution des actinomycètes halophiles et halotolérants dans l’environnement

Les actionobactéries sont connues pour se produire non seulement dans les environnements normaux mais aussi dans des environnements extrêmes, qui sont caractérisés par un pH acide / alcalin, des températures basses ou élevées, salinité, rayonnement élevé, faibles niveaux d'humidité disponible, et nutriments. La physiologie diversifiée et flexibilité métabolique des actinobactéries extrémophiles / extrémotolérants leur permettent de survivre

16 CHAPITRE 01 LES ACTINOMYCETES dans des conditions hostiles et conditions défavorables. La grande abondance des actinobactéries a été enregistrée dans tous les environnements extrêmes qui avait brisé le paradigme traditionnel de restreint la prédominance des actinobactéries dans les sols et les habitats d'eau douce (Qin et al., 2016).

Les actinobactéries halophiles et les halotolérants désignent généralement les habitants des environnements hypersalins. Les environnements hypersalins sont définis comme les environnements à concentration de sel supérieur à celles de l'eau de mer (3,3% de sels dissous totaux). Celles-ci environnements répartis sur une grande variété d’écosystèmes aquatiques et terrestres dans lesquelles les actinobactéries halophiles et halotolérents présentaient une diversité intéressante dans termes de distribution dans différents habitats (Maheshwari et al., 2015). Un autre habitat important pour les halophiles est les marais solaires artificiels utilisés pour extraire les sels de la mer (Gontia-Mishra et al., 2017).

La plupart des espèces d'actinobactéries halophiles connues et valablement décrites ont été isolés des sols salins. Les exemples incluent Actinospolyspora mortivallis qui est un isotope d'actinomycètes modérément halophiles provenant de sols salés provenant de la Death Valley, Californie (USA) et Actinopolyspora iraqiensis, transféré plus tard au genre Saccharomonospora comme Saccharomonospora halophila, qui a été obtenu en même temps que Nocardiopsis halophila d'un sol salin. et Amycolatopsis salitolerans qui a été isolé à partir d'un sol hypersalin (Maheshwari et al., 2015) et d’autres nouvelles espèces.

Outre les sources salines terrestres, de nombreuses espèces halophiles et halotolérantes ont été isolés à partir des milieux marins. Les actinomycètes isolés ont principalement attribués à quelques genres, dont Micromonospora, Rhodococcus et Streptomyce. Autres études ont révélé des membres des genres Dietzia, Rhodococcus, Salinispora, Marinophilus, Solwaraspora, Salinibacterium, Aeromicrobium, Gordonia, Microbacterium, Mycobacterium, Nocardiopsis, Pseudonocardia, Actinomadura, Saccharopoyspora, Streptosporangium, Nonomuraea, Williamsia et Verrucosispora (Hamedi et al., 2013).

De nombreuses espèces halophiles et halotolérantes ont été isolés des plans d’eau saline, principalement des lacs salés. Les suivis sont des exemples: Streptomonospora amylolytica et Streptomonospora flavalba ont été isolés d'un lac salé du nord-ouest de la Chine , Saccharopolyspora halophila et Saccharopolyspora qijiaojingensis ont été isolés des lacs salés salins , Saccharopolyspora lacisalsi a été isolée d'un lac salé au Xinjiang, en Chine , et Haloactinobacterium album a été isolé d'un échantillon de sol prélevé dans le lac Qijiaojing, qui est un lac salé au Xinjiang, Chine. D'autre part, Nesterenkonia lacusekhoensis

17 CHAPITRE 01 LES ACTINOMYCETES a été isolé d'un échantillon d'eau de 23 m de profondeur du lac Ekho (un lac salin, méromictique et héliothermique dans les collines sans glace de Vestfold, Est Antarctique) (Maheshwari et al., 2015).

Pour explorer le monde des micro-organismes halophiles, de nombreuses études de la vie microbienne à haute concentrations de sel signalées dans les étangs de marais du monde entier, Grand lac salé, Mer Morte , lacs salins de Mongolie intérieure ,lacs de soude africains, saumures d'eau profonde , sel du Xinjiang des lacs; Mines de sel chinoises; marais salants à Goa en Inde, en Turquie, en Espagne et en Israël; Sud Lacs hypersalins de Sibérie, thane Papke (Storrs, CT) en Espagne et en Algérie, lac hyper salin de ligne en Argentine et bien d'autres (Abdelshafy et al., 2018).

5-4-Facteurs influençant la distribution des actinomycètes dans le sol salin

Les sols salins sont largement présent à la surfaces de la terre et couvrent environ 7% de la superficie terrestre mondiale (Tan et al., 2019), ils différent fortement des autre sols par leur phase biotique. Ces sols représentent des écosystèmes naturels spécifiques dans lesquels des concentrations élevée de sels et une carence en humidité créent des conditions extrêmes pour les organismes vivants (Zenova et al., 2007). Les principaux facteurs influençant sont les suivants :

5-4-1-NaCl

Un sol naturellement salin est également un environnement mutable où les mouvements de la pluie et de l'eau peuvent modifier fortement la distribution des sels et créer un paysage fragmenté en évolution (Canfora et al., 2014). La concentration élevée de NaCl dans le sol modifie la disponibilité de l'eau et des nutriments pour les plantes et les micro- organismes, et elle a des influences directes et indirectes sur la matière organique (Mavi et al., 2012). Les actinobactéries semblaient être l'un des taxons bactériens les plus courants dans les sols salins, étant dominantes dans les sols à haute et basse salinité (Canfora et al., 2014).

L’abondance relative des actinobactéries est passée de 50,72% à 19,75% de la couche profonde (29-30 cm) à la couche supérieure (0-1 cm) (Tan et al., 2019).

18 CHAPITRE 01 LES ACTINOMYCETES

5-4-2--Humidité

L’humidité est un facteur important de la croissance et du développement microbiens Les actinomycètes sont connus pour être plus résistants au séchage du sol que d’autres bactéries (Zvyagintsev et al., 2007). Selon Sayed et al (2019) il a été démontré que les actinobactéries alcali -halotolérantes isolé des sols hyperarides salés sont adaptés à la sécheresse, Des expériences sur des cultures d’actinomycètes pures indiquent que leur résistance au séchage est due à la résistance des spores, tandis que les hyphes végétatifs des procaryotes mycéliens exposés au séchage sont rapidement endommagés.

5-4-3-pH

Le pH fait partie des facteurs les plus influant sur la composition et la diversité des communautés des Actinobactéries (Muller et al., 2002 ; Faugier, 2010). L’intervalle de pH optimale pour les actinomycètes halophiles et halotolérantes se situe entre 7,0 et 8,0 (Tang et al., 2003).

5-5-Mécanisme d'adaptation en milieu salin

L'adaptation est un processus évolutif par lequel un organisme développe la capacité de vivre dans son habitat. Les changements environnementaux modifient l'équilibre des communautés microbiennes complexes en favorisant certaines populations et en restreignant d’autres, par le biais de mécanismes tels que compétition microbienne pour les nutriments, l'antibiose et en sélectionnant l’organisme le plus approprié au stress environnemental (Gohel et al., 2015). Afin de s'adapter aux conditions salines, les bactéries et les actinobactéries halophiles ont développé divers stratégies pour maintenir leur fonction et structure cellulaire (Gontia-Mishra et al., 2017). Ils survivent principalement à travers deux mécanismes : «riche en sel» et «faible teneur en sel, soluté organique» (Seck et al., 2018).

La stratégie «riche en sel» où l'équilibre osmotique est atteint en accumulant des concentrations élevées de sels inorganiques dans le milieu. Comme les ions Na + sont exclus autant que possible à partir des cellules, elle est basée sur le KCl plutôt que sur sur NaCl comme principal sel intracellulaire (Cimerman et al., 2018); les ions + entrent passivement via un système uniport sous l’impulsion du potentiel de membrane. Ce système revient à remplacer une partie du sodium cellulaire par du potassium. L’afflux des cations doit être compensé par un nombre équivalent d’anions. Le mouvement d’anions tel que le chlorure est couplé à l’énergie du potentiel de membrane. Il pénètre grâce à un symport Na+/Cl-. Les organismes accumulant dans leur cytoplasme de fortes quantités de sel, principalement du

19 CHAPITRE 01 LES ACTINOMYCETES

KCl, se soumettent à un nouveau stress cellulaire: le stress salin. Cependant, ces organismes ne semblent pas connaître ce stress, car leurs protéines sont non seulement solubles et fonctionnelles (stables, actives et flexibles) à de telles salinités, mais en plus, elles se dénaturent dès que la concentration en KCl diminue. Elles sont en ce sens qualifiées de « protéines halophiles » (Saker, 2015)

La stratégie faible teneur en sel consiste à l'accumulation de matières organiques solutés osmotiques (glycine bétaïne, ectoïne, glycérol, sucres simples, etc., souvent appelés «solutés compatibles») (Oren et al., 2013 b). ils s’agit de molécules polaires très solubles, la plupart non chargés ou zwitterioniques au pH physiologique (Oren et al., 2013 a) et de faible poids moléculaire (Seck et al., 2018), ils agissent comme des protecteurs du stress et peuvent stabiliser les biomacromolécules contre les environnements difficiles tels que les températures élevées, la dessiccation (Gohel et al., 2015).

Ces solutés compatibles pourraient être synthétisés de novo, ou s’ils sont présents dans le milieu, où ils peuvent être repris par les organismes (Gontia-Mishra et al., 2017). De nombreuses cellules procaryotes contiennent des cocktails de différents solutés compatibles plutôt que de compter sur un seul composé (Oren et al., 2013 a). .Les actinomycètes halophiles, cependant, ne sont que rarement examinés pour la présence et distribution de solutés organiques. Les actinomycètes des sols salins comprennent Actinopolyspora halophila, qui est l'une des rares bactéries hétérotrophes pouvant de novo synthétise les solutés compatibles, la glycine et la bétaïne, alors que Nocardiopsis halophila utilise un dérivé hydroxy d'ectoïne et de β-glutamate comme compatible solutés. Streptomyces coelicolor A3 (2) synthétise l'ectoïne et la 5-hydroxyectoïne lorsqu'elles sont soumises au sel (NaCl 0,5 M) ou à contrainte la chaleur (39 ° C). Le cluster de gènes (ect- ABCD) codant pour les enzymes de biosynthèse de l'ectoïne et de la 5-hydroxyectoïne a été identifiées dans les génomes de S. coelicolor A3 (2), S. avermitilis, S. griseus, S. scabiei, et S. chrysomallus, suggérant un rôle important de ces solutés compatibles comme protecteurs du stress dans le genre Streptomyces. En outre, un Rubrobacter xylanophilus et halo-tolérant du phylum Actinobacteria accumule du tréhalose et du mannosylglycérate (MG) (Gohel et al., 2015).

Une comparaison des deux stratégies d'adaptation à haute teneur en sel «riche en sel» par rapport à l’utilisation de solutés osmotiques organiques montre que la stratégie du sel est énergétiquement beaucoup moins coûteux que la synthèse de solutés organiques compatibles (Oren et al., 2013 a).Cependant, Les micro-organismes qui utilisent des solutés organiques sont généralement plus flexibles et peuvent plus facilement s'adapter au stress de dilution ou à

20 CHAPITRE 01 LES ACTINOMYCETES une augmentation soudaine de la salinité par rapport aux organismes qui utilisent la stratégie «riche en sel» (Cimerman et al., 2018). Les concentrations des solutés osmotiques sont régulées en fonction de la concentration en sel dans laquelle les cellules sont trouvés et peuvent être ajustés rapidement selon les besoins lorsque la salinité extérieure est modifiée (par synthèse ou absorption du milieu lors de la remontée du sel, par dégradation, transformation en formes osmotiquement inactives ou excrétion après dilution) (Oren et al., 2013 a).

5-6-Biotechnologie des actinobactéries halophiles et halotolérantes

Les actinomycètes sont les procaryotes les plus précieux sur le plan économiques et biotechnologique (Lam, 2006), d’un autre coté, une grande diversité métabolique et un potentiel biotechnologique ont été trouvés dans les microorganismes halophiles et halotolérants. Ces deux faits présentent les actinomycètes halophiles et halotolérants comme une source précieuse à exploiter à des fins biotechnologiques (Hamedi et al., 2013).

Il est admit que les actinomycètes halophiles fourniront une ressource précieuse pour de nouveaux produits d’intérêts industriels ayant des activités antimicrobiennes, cytotoxiques, neurotoxiques, antimitotiques, antivirales et antinéoplasiques (Tableau 2) (singh et al .,2006 ).

La dégradation des composés organiques aliphatiques et aromatiques, la détoxification des polluants, la production de nouvelles enzymes et d’autres métabolites tels que les antibiotiques, les solutés et les polymères osmocompatibles sont d’autres applications industrielles potentielles des actinomycètes halophiles et halotolérants (Hamedi et al., 2013).

Les métabolites des actinomycètes peuvent changer avec le temps dans des conditions environnementales salines (Magarvey et al., 2004), et si l'adaptation à l'environnement est due à des changements métaboliques, la production de nouveaux composés bioactifs en tant que nouveaux métabolites pourrait être attendue même à partir d'espèces connues des habitats salins. Une souche de Streptomyces griseus provenant d'une source de sédiments marins n'a montré aucune production de streptomycine ; mais il a produit un nouveau polyéther ionophorique dans un milieu contenant une faible concentration de nutriments organiques et une concentration élevée de sels tels que NaCl (Okami et al., 1976)

Le tableau 2 récapitule les différents métabolites bioactifs produits par les actinomycètes halophiles et halotolérants

21 CHAPITRE 01 LES ACTINOMYCETES

Tableau 2 : les différents métabolites bioactifs produits par les actinomycètes halophiles et halotolérants Métabolites bioactifs Activité Souche productrice Référence (Oh et al., Cyanosporasides Aet B antibactérienne Salinispora pacifica 2006) (Huaung Erythronolides H et I neuritogénique Actinopolyspora sp. YIM90600 et al ., 2009) (Pan et Ammosamide D Cytotoxique Streptomyces variabilis al., 2012) promotion de la (Goudjal Streptomyces sp. Acide indole-3acétique croissance des et al., PT2 plantes 2013) -7-Deoxy-8- anti-Gram-positif (Hadj- Omethyltetrangomycin Nocardiopsis sp. Rabia et -8- HR-4 antifongique al., 2017) Methyltetrangomycin Streptomyces sp. (Djinni et Actinomycin D antitumorale GSBNT10 al ., 2019) Nigericin Inhibiteur des (Leulmi Epinigericin, Streptomyces cellules souches et al ., Abierixin, youssoufiensis SF10 glioblastoma 2019) Grisorixinmethyl ester Pyrostatins A et B inhibiteur N- (Aoyama acetyl-B-D- Streptomyces sp et al glucosaminidase .,1995) antibacterienne (Maskey Trioxacarcin A anticancéreuse Streptomyces sp., et al antimalarienne .,2004)

6-1-Production d’antimicrobiens, d’antiviraux et d’anticancéreux

Les membres halophiles du genre Nocardiopsis sont connus par leur production de molécule d’intérêt, à savoir :

22 CHAPITRE 01 LES ACTINOMYCETES

 Le pyrrolo (1,2-A (pyrazine-1,4-dione, hexahydro-3- [2-méthylpropyl] -) et l'actinomycine C2, deux composés produits par la souche haloalcalaliphile Nocardiopsis sp. AJ1, isolée du sol salin de Kovalam en Inde (Adlin et al., 2019) ;  Les angucyclines et angucyclinones sont produites par Nocardiopsis sp. HR-4, isolées d'un sol de lac salé au Sahara algérien, un nouveau composé naturel a été créé sous le nom de 7-désoxy-8-O-méthyltétrangomycine, qui est efficace contre le Staphylococcus aureus résistant à la méthicilline (SARM) ATCC 43300 (Hadj Rabia-Boukhalfa et al., 2017) ;  Aussi, L'alcaloïde de quinoléine (4-oxo-1,4-dihydroquinoléine-3-carboxamide) a été identifié comme un nouveau produit naturel de Nocardiopsis terrae YIM 90022 isolé de sols salins en Chine. L'activité antibactérienne de la quinolone a été rapportée contre S. aureus, B. subtilis et E. coli ; la quinolone a également une activité antifongique contre les champignons pathogènes, comme cela a été observé contre Pyricularia oryzae. Cinq autres composés connus ont également été produits par N. terrae YIM 90022 (Corral et al., 2020).

Une activité antivirale des actinomycètes halotolérants est également signalée contre le Tobamovirus de la mosaïque du tabac et le Potyvirus Y de la pomme de terre (Sonya et Galal, 2005).

Parmi les extremophiles, les micro-organismes halophiles et halotolérants, qui habitent les environnements hypersalins, sont considérés comme des sources fiables de métabolites antitumoraux avec moins d'effets secondaires. Ces dernières années, plusieurs études ont porté sur l'importance des métabolites des microorganismes halophiles dans le traitement du cancer (Corral et al., 2020). De nouvelles molécules anticancéreuses, le salternamide A – D, ont été isolées à partir d'un Streptomyces halophile isolé d’un marais salant sur l'île de Shinui, en République de Corée, et a montré une réduction considérable de la viabilité de plusieurs lignées cellulaires cancéreuses (Kim et al., 2015)

23 CHAPITRE 01 LES ACTINOMYCETES

6-2-Enzyme

Les enzymes des halophiles sont actifs et stables à des concentrations élevées de sel et peuvent être utilisés dans des procédés industriels tels que la transformation des aliments (Ventosa et al., 2005).

Une dépolymérase extracellulaire de polyhydroxybutyrate (PHB) a été rapportée chez Nocardiopsis aegyptia, cet actinomycéte halophile est capable d’utiliser le PHB et ses copolyméres comme seules sources de carbone (Ghanem et al., 2005).

Une activité kératinase a été détectée chez Nocardiopsis halotolerans et Saccharomonospora halophila qui ont été isolées du sol des marais salants (Al-Zarban et al., 2002). L’existence des actinobactéries chitinolitiques haloalkalophiles dans les sédiments hypersalins a été signalée ; ces actinobactéries dont Isoptericola halotolerans, Streptomyces sodiiphilus, Nocardiopsis sp., sont capables de dégrader complètement la chitine et plus rapidement que les autres bactéries dans de telles situations écologiques (Wink et al., 2017).

6-3-Solutés compatibles

Les solutés compatibles agissent comme des protecteurs contre le stress et peuvent stabiliser les biomacromolécules contre les environnements difficiles tels que les températures élevées la dessiccation et la congélation.

Habituellement, les acides aminés et les polyols tel que la glycine bétaïne, l’ectoïne, le saccharose, le tréhalose et le glycérol, s'accumulent dans les halophiles sous forme de solutés compatibles. Ces molécules, en particulier la glycine bétaïne et les ectoïnes, ont une importance biotechnologique considérable, les solutés compatibles ou leurs gènes biosynthétiques d’actinomycètes halophiles peuvent être une source importante d’agents de protection contre le stress , une amélioration de la tolérance osmotique a été constaté lorsque les gènes pour la voie de synthèse de solutés compatibles chez A. halophila ont été cloné et exprimé dans E. coli (Hamedi et al., 2013).

6-4-Composés détoxifiants

Les espèces halophiles et halotolérants facultatives peuvent également jouer un rôle important dans la biodégradation des sols contaminés aux hydrocarbures et des systèmes aquatiques marins et d’eau douce (Hamedi et al., 2013).

Une nouvelle espèce extrêmement halophile d’Actinopolyspora a été isolée de l’environnement salin et aride d’un champ pétrolifère. La souche pousse bien à des

24 CHAPITRE 01 LES ACTINOMYCETES concentrations de sel allant jusqu’à 25% et est tolérante à des concentrations élevées d’hydrocarbures aromatiques et aliphatiques. Elle dégrade efficacement les alcanes jusqu’à C15 et à un rythme plus lent jusqu’à C25 (Al-Mueini et al., 2007).

6-5-Inhibiteur enzymatique

Les inhibiteurs enzymatiques ont fait l’objet d’une attention croissante en tant qu’outils utiles pour l’étude des structures enzymatiques, des mécanismes des réactions et en pharmacologie. Différents types d’inhibiteurs enzymatiques à savoir l’ α- glucosidase, la N- acétyl – α -D-glucosaminidase, la pyroglutamyl peptidase ou les inhibiteurs de l’ α - amylase sont signalés chez les actinomycètes marins (Imada, 2005).

6-6-Autres applications

Plus récemment, un scientifique malaisien, Dr Lee Learn Han, a inventé le terme «Actinobactéries modernes» (MOD-ACTINO) pour définir les actinobactéries avec des applications modernes. Dans ce contexte, le terme fait référence aux actinobactéries qui synthétisent des produits naturels avec de nouvelles bioactivités intéressantes au cours des dernières années, par exemple, des médicaments conduisant à des antiviraux (VIH), anti- protozoaires (paludisme), antioxydant et des propriétés dites neuroprotectrice ainsi que les composés utilisés pour les formulations cosmétiques. En outre, ce terme couvre les actinobactéries qui produisent des médicaments approuvés et ont été soumis à l'effort de réorientation des médicaments. MOD-ACTINO également inclus des actinobactéries connues ou nouvelles qui ont été découvertes dans des environnements spéciaux et extrêmes qui peuvent être des halotolérants, des haloalcalotolérants… (Law et al., 2020).

25

Chapitre 02

CHAPITRE 02 ISOLEMENT DES ACTINOMYCETES

1-Collecte des échantillons

1-1-À partir de l’eau

L’échantillonnage est une action qui consiste à prélever une partie, considérée comme représentative, d'une masse d'eau en vue de l'examen de diverses caractéristiques définies (Schiavone et al., 2011). Prélever un échantillon d’eau semble a priori très simple. Il faut cependant s’assurer qu’il soit représentatif (c’est-à-dire qu’il reflète fidèlement l’état du cours d’eau à l’endroit et au moment où il a été prélevé), qu’il ne subisse aucune contamination et qu’il conserve son intégrité jusqu’au moment de l’analyse (Hébert et Légaré, 2000).

Des précautions doivent donc être prises pour protéger les échantillons de toute contamination ou altération. Voici quelques-unes de ces précautions :

 Les conditions d’asepsie doivent être respectées lors de l’échantillonnage (i.e. bien se laver et sécher les mains, ne pas ouvrir le contenant d’échantillonnage avant le prélèvement, ne pas contaminer l’intérieur du goulot ou du couvercle par les mains ou tout autre objet, limiter au minimum l’exposition à l’air libre du contenant, réduire les manipulations inutiles lors du prélèvement) ( ENVX-ECH-03, 2017) ;

 Il ne faut pas toucher le fond du cours d’eau avec l’échantillonneur ou les bouteilles, afin d’éviter de mettre en suspension des particules de sédiments qui risquent de contaminer l’échantillon (Hébert et Légaré, 2000) ;  Il faut toujours immerger les bouteilles sous la surface de l’eau et éviter de prélever la couche superficielle (Hébert et Légaré, 2000) ;

 Toujours laisser un espace d'air d'au moins 2,5 cm entre la surface du liquide et le bouchon, ce qui facilite l’homogénéisation de l’échantillon au moment de son analyse en laboratoire (DR-09-05, 2009).

Afin de préserver l’intégrité des échantillons prélevés entre le moment de l’échantillonnage et celui de l’analyse en laboratoire, une étape de conservation est nécessaire puisque plusieurs paramètres peuvent subir des modifications physiques ou des réactions chimiques dans le récipient, ce qui altère la qualité originale de l’échantillon. Afin d’obtenir des analyses qui représentent le plus fidèlement possible les conditions du cours d’eau, une conservation physique ou chimique des échantillons doit être effectuée. Il est recommandé de conserver les échantillons à l’obscurité et à une température de 4 ºC dans une glacière contenant de la glace. Cette méthode est couramment utilisée lorsque les analyses sont

27 CHAPITRE 02 ISOLEMENT DES ACTINOMYCETES effectuées dans les 24 heures suivant l’échantillonnage. Si l’analyse ne peut être réalisée dans un délai de 24 heures, les échantillons d’eau devront dans certains cas être stabilisés à l’aide d’agents de conservation chimiques : Thiosulfate de sodium (Hébert et Légaré, 2000).

1-2- À partir du sol

Avant de commencer toute analyse microbiologique des sols, il est important de choisir une conception expérimentale et une stratégie d'échantillonnage adéquate (Paul, 2007).

L'échantillonnage à l'échelle de la parcelle est la stratégie la plus couramment utilisée pour l’étude chimique et biologique du sol. Un nombre représentatif d'échantillons de sol est prélevé sur le site d'étude et soit combiné pour constituer un échantillon composite, soit traité individuellement (Paul, 2007).

Le point difficile et en même temps essentiel pour la valeur des résultats de l'analyse est celui du choix des échantillons représentatifs de l'état microbiologique régnant dans le sol étudié. Avant de commencer l'échantillonnage nous devons examiner le terrain du point de vue de son uniformité (uniformité de son niveau, genre de sol, de végétation, amendements appliqués, etc.). En règle générale, une série d'échantillons aléatoires est prélevée sur les zones représentatives qui sont décrites par le type de sol uniforme, la texture du sol et les caractéristiques de l'habitat (Paul, 2007). Il faut les prélever dans les mêmes conditions physiques (température, humidité) et toujours le même jour (Simonart, 1975).

Les informations sur le site peuvent également aider à l'évaluation finale et au jugement des résultats d’analyse du sol, généralement le but ou la portée du projet déterminera quelles méthodes d’échantillonnage du site devraient être utilisées (Carter, 1993). Par exemple, le succès de l'isolement d'un grand nombre d'actinobactéries spécifiques peut dépendre fortement du choix des échantillons environnementaux. Il est préférable de collecter les échantillons de sol de la zone vierge, y compris la forêt vierge, les sols salins, les sols alcalins et le désert. Des échantillons de sol d'une profondeur de 5 à 20 cm sont collectés et placés dans un récipient stérile (Jiang et al., 2016).

Quelques indications seront à considérer pour réussir son échantillonnage

 La collecte des échantillons nécessite une bonne connaissance des outils de prélèvement et le choix du matériel utilisé est capitale dans l’obtention des objectifs visés (Pellet et Laville-Timsit, 1993) ;  En général on prélève des échantillons de la couche superficielle humique et la plus active dans le profil du sol à environ 5-10 cm de profondeur. Par contre, si on veut

28 CHAPITRE 02 ISOLEMENT DES ACTINOMYCETES

étudier la microflore du sous-sol, on va régler la profondeur du prélèvement au environ de 30-40 cm ou à un niveau plus bas. Evidemment on ne va jamais mélanger les échantillons provenant de différentes couches (Simonart, 1975) ;  Le point difficile, c'est le nombre d'échantillons, qu'il nous faut prendre afin d'obtenir une image représentative de l'état microbiologique, qui règne dans le terrain étudié les microbiologistes indiquent le prélèvement de 3 ou 4 échantillons partiels pour obtenir un échantillon moyen et qu’ils considèrent nécessaire de préparer de cette façon 8 échantillons moyens par hectare (Simonart, 1975) ;  Il serait toujours prudent de prélever, ainsi que de conserver les sols, sans les dessécher, afin de ne pas provoquer des changements dans les biocénoses des microorganismes (Simonart, 1975) ;  Pour évaluer l'état actuel et les possibilités d'activité microbienne d'un sol, il faut procéder aux analyses immédiatement après le prélèvement des échantillons (pas plus tard qu'après 24 heures de conservation), ou bien il ne faut commencer l'analyse qu'après l'établissement de l'équilibre microbiologique dans ce sol, donc après 2 à 4 semaines de sa conservation à température de 10-15 °C (Simonart, 1975).

2-Caractéristiques physico-chimiques des échantillons

2-1-Propriétés physico-chimiques du sol

Les caractéristiques physico-chimiques des sols étudiés ont été déterminées à l’aide des techniques suivantes :

2-1-1- pH

Le pH du sol est probablement la mesure la plus informative qui puisse être faite pour déterminer les caractéristiques du sol. En un coup d'œil, le pH en dit beaucoup plus sur un sol que simplement indiquer s'il est acide ou basique (Par exemple, la disponibilité des nutriments essentiels et la toxicité d'autres éléments peuvent être estimées en raison de leur relation connue avec le pH) (Thomas, 1996).

2-1-2-Conductivité

La conductivité électrique donne une indication sur la teneur en électrolytes hydrosolubles (salinité) et a été mesurée sur un extrait aqueux de sol (1/5 p/v) moyennant un conductimètre à électrode (Boudoudou et al., 2009).

29 CHAPITRE 02 ISOLEMENT DES ACTINOMYCETES

2-1-3-Humidité

Déterminée par la différence des pesées du sol séché à l’air ambiant et chauffé à 105 °C (Touhtouh et al., 2014).

2-1-4-Matière organique

Matière organique quantifiée par la méthode de Lee et Hwang (2002), l’échantillon est incinéré pendant 16 heures dans un four à moufle à 450 °C. La matière organique est représentée par la différance entre le poids sec et le poids des cendres (Djaballah, 2010).

2-2-Propriété physicochimique de l’eau

2-2-1- pH

Le pH de l’eau mesure la concentration des protons H+ contenus dans l’eau. Ce paramètre détermine l’équilibres physico-chimiques entre l’eau, le gaz carbonique dissous, les carbonates et les bicarbonates qui forment des solutions tamponnées conférant à la vie aquatique un développement favorable (Belghiti et al., 2013). La mesure se fait directement à l’aide d’un pH –mètre.

2-2-2- conductivité électrique

La conductivité électrique (CE) représente la capacité de l’eau à conduire un courant électrique. Elle est proportionnelle à la minéralisation de l'eau, ainsi plus l'eau est riche en sels minéraux ionisés, plus la conductivité est élevée (Reggam et al., 2015). Elle représente également la conductance d’une colonne d’eau comprise entre deux électrodes métalliques (Platine) de 1 cm2 de surface et séparée l’une de l’autre de 1 cm. Elle est l’inverse de la résistivité électrique (Belghiti et al., 2013).

 N.B : L’analyse physicochimique des échantillons destinés à l’étude microbiologique à pour but d’ajuster les milieux d’isolements utilisés aux conditions environnementales d’origine, ceci est nécessaire pour assurer l’obtention des résultats représentatifs.

3-Principes de base pour l'isolement des actinomycètes

En général, l'isolement des actinomycètes a trois objectifs.

Premièrement, l'étude de la communauté des actinomycètes dans un environnement spécial. Dans cette condition, tous les actinomycètes doivent être isolés et identifiés. Pour atteindre cet objectif, les milieux d'isolement utilisés doivent être plus propices à la croissance

30 CHAPITRE 02 ISOLEMENT DES ACTINOMYCETES d'actinomycètes que d'autres microbes. Trois à cinq milieux avec des composants différents doivent être utilisés. Les inhibiteurs contre les champignons et les bactéries Gram négatifs peuvent être ajouté dans les milieux d'isolement (Jiang et al., 2016).

Deuxièmement, l'isolement des actinomycètes spéciaux, par exemple une espèce ou un genre connu, ou une sorte d'actinomycètes avec des caractéristiques physiologiques spéciales, à savoir : la résistance aux antibiotiques, aux produits chimiques, aux alcalins, aux acides, aux sels et la croissance aux températures élevées et basses. Les médias d'isolement doivent répondre aux exigences des actinomycètes cibles et inhiber la croissance des micro- organismes indésirables. Par exemple, afin d'isoler les actinomycètes halophiles et alcalophiles extrêmes la concentration en sel des milieux d'isolement doit être de 15 à 25 % et le pH doit être ajusté de 10 à 12 (Jiang et al., 2016).

Troisièmement, l'isolement des actinomycètes inconnus. Jusqu'à présent, d'innombrables actinomycètes ont été isolés et identifiés dans divers habitats du monde entier. Elle nécessite l’inhibition de la croissance non seulement des bactéries à Gram-négatif, de certaines bactéries à Gram-positif et des champignons, mais la plupart des actinomycètes courants. Afin d'isoler plus d'actinomycètes inconnus, les chercheurs doivent être familiers avec toutes les connaissances sur la physiologie et la taxonomie des actinobactéries et autres microbes et le rôle de chaque facteur d'isolement (y compris les composants et la concentration des milieux, le pH, les inhibiteurs, les températures de croissance, etc.), et ils devraient avoir une expérience riche. La méthode d'isolement des actinomycètes est un chemin sans fin (Jiang et al., 2016).

4-Les approches d’isolement des actinomycètes

De nouveaux métabolites microbiens peuvent être découverts à partir d’actinomycètes en isolant divers groupes des actinomycètes. L'isolement d'une nouvelle souche avec l'activité souhaitée est un processus très difficile. Par conséquent, la sélection d'une nouvelle méthode de sélection est importante (Shivabai et Gutte, 2019). Les bactéries non-actinomycètes empêchent la croissance des actinomycètes, et donc l'isolement sélectif des actinomycètes a été développé en utilisant six approches :

a- Sélection nutritionnelle, où les milieux sont formulés avec des composants, qui sont préférentiellement utilisé par les actinomycètes ; b- Inhibition sélective, dans laquelle des inhibiteurs tels que les agents antifongiques et les antibiotiques sont incorporé pour inhiber les microorganismes non-actinomycètes ;

31 CHAPITRE 02 ISOLEMENT DES ACTINOMYCETES

c- Prétraitement de l'échantillon, dans quel le sol, un échantillon marin ou fraction d’une plante ont été traités avec des produits physiques ou chimiques afin de diminuer le nombre de bactéries non-actinomycètes ou de champignons ; d- Méthode d'enrichissement, dans laquelle les milieux nutritifs peuvent être enrichis de certains suppléments, ce qui favorise la croissance des actinomycètes. e- Méthode du filtre à membrane. f- Méthode intégrée, dans laquelle toute combinaison de différentes approches peut être appliquée (Kumar et Jadeja, 2016).

4-1-Prétraitement physique et chimique de l’échantillon

Le prétraitement de l’échantillon peut stimuler l'isolement des actinomycètes en favorisant la croissance des actinomycètes ou éliminer la plupart des bactéries à Gram-négatif indésirables. Diverses techniques de prétraitement ont été développées pour différents genres d’actinomycètes. Des prétraitements physiques, chimiques et combinaison des deux prétraitements peuvent être utilisés pour l'isolement sélectif des actinomycètes (Shivabai et Gutte, 2019).

4-1-1-Traitements physiques

Les spores aériennes de la plupart des genres d'actinomycètes résistent à la dessiccation et montrent une résistance légèrement supérieure à la chaleur sèche par rapport à la résistance indiquée par les bactéries à Gram négatif (Khanna et al., 2011). En se basant sur ce principe, une variété de traitements physiques ont été développés : séchage à l'air, chauffage à sec, incubation et dessiccation humides, centrifugation différentielle, centrifugation en gradient de saccharose (Khanna et al., 2011) et traitement par une large gamme d’agents physiques (Tiwari et Gupta, 2013).

Sécher l'échantillon de sol à la chaleur sèche à 120 °C pendant 1 heure favorise la croissance de Streptomyces et d'autres genres rares, y compris Spirilliplanes, Actinomydura, Microbispora, spirilliplanes etc, sur gélose à la vitamine et acide humique (HV). Agate et Bhat en 1963 ont tenté la suppression des bactéries et des champignons par incubation du sol à 110 °C pendant 10 min (Kumar et Jadeja, 2016). Des actinomycètes rares ont été isolés du sédiment en eau peu profonde du fjord de Trondheim, Norvège en utilisant une méthode de choc à froid en congelant des échantillons de sédiments à -18 °C. Il était le premier rapport décrivant l'isolement de Knoellia et Glycomyces qui sont des genres du milieu marin (Tiwari et Gupta, 2013).

32 CHAPITRE 02 ISOLEMENT DES ACTINOMYCETES

L'isolement des actinomycètes mobiles peut être effectué aussi par la technique de centrifugation qui élimine les streptomycètes et autres actinomycètes non mobiles et favorise les actinomycètes mobiles, retenus dans le surnageant et peut être étalé sur un milieu approprié contenant de l'acide nalidixique et du triméthoprime (Shivabai et Gutte, 2019). La centrifugation à gradient de saccharose est une méthode qui peut être utilisée pour l'isolement sélectif de certains genres d'actinomycètes. Yamamura et al. En 2005 ont utilisé la centrifugation dans un gradient de saccharose pour l'isolement sélectif des Nocardia spp. (Khanna et al., 2011).

Une large gamme d'agents physiques, tels que les rayonnements ultraviolets, les ondes ultrasoniques, super haute fréquence (SHF) et les impulsions électriques ont été utilisés pour l’isolement sélectif des actinomycètes. Récemment, les vagues ultrasoniques ont été utilisées pour traiter des échantillons de sol afin d’isoler les actinomycètes rares. Les résultats indiquent que le traitement par ultrasons des suspensions de sol pendant 40 s peut augmenter de manière significative le nombre total d'actinomycètes et les types d'actinomycètes rares isolés de l’échantillon, ce qui en fait une méthode économique et simple pour augmenter les types d'actinomycètes rares isolés (Tiwari et Gupta, 2013).

4-1-2-Traitements chimiques

Les traitements chimiques tels que le traitement avec carbonate de calcium et à la chitine, chlorure de calcium, phénol, SDS (Sodium Dodécyl Sulfate), extrait de levure, agents chimiotactiques et la chloramine-T peut être utilisée pour l’isolement des actinomycètes. Des échantillons de sol traités avec 0,05% de SDS et 5% d'extrait de levure favorisent la croissance des streptomycètes et d'autres genres sur le milieu HV additionné de l'acide nalidixique. Micromonospora et Streptomyces violaceusniger peut être isolé sélectivement à partir d’échantillons de sol prétraité par 1,5% de phénol. Traiter les échantillons de sol avec de la chloramine T a été trouvé favorable à l’isolement de Herbidospora, Microbispora, Microtetraspora, Nonomuraea et Streptosporangium sur le milieu HV additionné de l'acide nalidixique (Kumar et Jadeja, 2016).

4-1-3-Combinaison des traitements physiques et chimiques

La combinaison d'un traitement physique et chimique s'est également avérée être une méthode plus appropriée pour isoler efficacement divers genres d'actinomycètes. Le chauffage à sec suivi d'un traitement au phénol, traitement au chlorure de calcium suivi d'une centrifugation se sont révélés appropriés pour un isolement efficace des actinomycètes.

33 CHAPITRE 02 ISOLEMENT DES ACTINOMYCETES

Le chauffage à sec de l'échantillon de sol à 110°C pendant 1 heure et le traitement avec 1% de phénol favorisent l'isolement des Actinomadura spp sur le milieu HV contenant de la kanamycine, la josamycine, le lysozyme et l'acide nalidixique. Le traitement du sol par la chaleur sèche à 120 °C suivi d'un traitement avec 0,01% de chlorure de benzéthonium favorise l’isolement des genres Streptosporangium ou Dactylosporangium sur le milieu HV contenant de l'acide nalidixique et la leucomycine. La méthode du gradient de saccharose suivie d'une gélose HV enrichie en acide nalidixique soutient l’isolement de Nocardia (Shivabai et Gutte, 2019). D’un autre coté, l'utilisation combinée du chauffage à sec (120 °C pendant 1 h) et un traitement avec une solution de phénol à 1,5% et de gluconate de chlorhexidine à 0,03% a entraîné une sélectivité de 90% quant à l’isolement de Microbispora spp. (Hayakawa, 2008).

Dans d'autres études, Otoguro et al en 2001 ont trouvé que l'utilisation combinée d'un traitement au carbonate de calcium avec la méthode RC (Réhydration et centrifugation) a entraîné l'isolement sélectif d’Actinokineospora spp. (Hayakawa, 2008). Tsao, Leben et Keitt (1960) ont signalé un développement sélectif accru d’actinomycètes lorsque le sol séché à l'air a été humidifié, mélangé avec du carbonate de calcium et incubé à 28 °C. Lechevalier et al. (1963) ont constaté que le traitement de carbonate de calcium a donné le plus grand nombre de colonies, tandis que les traitements des suspensions par centrifugation et de phénol ont donné des comptes inférieurs aux suspensions non traités (Kumar et Jadeja, 2016).

4-2-Inhibition sélective

De nombreux chercheurs ont utilisé les antibiotiques dans les milieux de culture pour parvenir à une inhibition sélective de divers groupes d'organismes. Les antifongiques se sont révélés particulièrement utiles dans l’isolement des actinomycètes. Porter et al. (1960) ont rapporté que les tentatives pour obtenir une inhibition sélective des bactéries avec des antibiotiques ont échoué, mais Dulaney et al. (1955) ont recommandé un mélange des antibiotiques antibactériens et antifongiques pour permettre le développement sélectif d’actinomycètes (Williams et Davies, 1965).

Plusieurs chercheurs ont utilisés des antibiotiques comme agents sélectifs. Par exemple, Beech et Carr (1955) ont trouvé que le cycloheximide et la gliotoxine sont des inhibiteurs sélectifs efficaces des levures et des moisissures dans le jus et cidre de pomme. Phillips et Hanel (1950) ont trouvés que le cycloheximide pour être inactif contre les représentants de 27 espèces de bactéries et ont suggéré que cet antifongique pourrait être utilisé pour débarrasser les cultures bactériennes des moisissures contaminantes. En ce qui

34 CHAPITRE 02 ISOLEMENT DES ACTINOMYCETES concerne l'isolement préférentiel des actinomycètes, Crook et al. (1950) ont trouvé que le propionate de sodium était un antifongique utile pour leur programme Streptomyces. Corke et Chase (1956), dans leurs investigations microbiologiques de sols de forêts acides fortement envahis de moisissures, ont étudié l’utilisation du propionate de sodium et du cycloheximide comme agents antifongiques. Ils ont rapporté que le cycloheximide est le composé le plus efficace des deux et ont recommandé son ajout dans le milieu d'isolement des actinomycètes à 40 µg par ml d'agar (Porter et al., 1960).

4-3-Sélection nutritionnelle

Plusieurs sources de carbone et d’azote, ainsi que d’autres substances complexes, ont été considérées comme des substrats sélectifs pour les actinomycètes. Les protéines et les acides aminés en tant que sources d'azote, jouent un rôle très crucial dans l'isolement sélectif des actinomycètes. L'utilisation de la L-arginine comme une source d’azote sélective favorisant les actinomycètes par rapport aux bactéries a été rapporté par Porter, Wilhelm et Tresner (1960) et El Nakeeb et Lechevalier (1963). Kuster et Williams (1964) ont examiné plusieurs sources de carbone et d'azote, et conclu que l'amidon (ou le glycérol), la caséine, les nitrates étaient les mélanges les plus sélectifs. La L-arginine peut être remplacé par la glycine pour les actinomycètes non-Streptomyces. L’tilisation de la chitine comme source unique de carbone et d'azote a été recommandée par Lingappa et Lockwood (1962) (Kumar et Jadeja, 2016). L’ajout de calcium carbonate et de chitine au milieu de croissance est également reconnu pour améliorer l’isolement des actinomycètes (Khanna et al., 2011).

4-4- Isolement sur les membranes à filtres

Hirsch et Christensen en 1983 ont employée une méthode basée sur l’utilisation des filtres à membrane de taille de pore appropriée placés sur la surface d’un milieu de culture pour isoler sélectivement et dénombrer les actinomycètes d'une population mixte de micro- organismes (Tiwari et Gupta, 2013). La méthode est basée sur la capacité des actinomycètes pour se propager et traverser les pores de filtres tandis que les bactéries et les champignons sont retenus à la surface de la membrane. Les filtres à membrane sont de minces structures en feuilles microporeuses composées d'esters de cellulose pures et exemptes de facteurs inhibiteurs, dont la taille de pores varie de 0,025 µm à 14 µm (Polsinelli et Mazza,1984).

Un filtre à membrane stérile a été posé sur un milieu gélosé (figure 4A) sans piéger l’air entre le filtre et la surface de gélose. Lors de son application, il ne faut pas laisser le filtre se fissurer ou détruire son intégrité. L’inoculum liquide ou solide a ensuite été appliqué à la

35 CHAPITRE 02 ISOLEMENT DES ACTINOMYCETES surface du filtre, et les boites de Pétri inoculées ont été incubées jusqu’à la croissance visible des bactéries (figure 4B). Le filtre à membrane est ensuite retiré de façon aseptique du milieu gélosé (figure 4C), et la boites de Pétri ont été réincubée jusqu’à la croissance des actinomycètes (figure 4D) (Subhashini, 2018).

Figure 4 : Méthode d’isolement des actinomycètes par les filtres à membrane (Subhashini, 2018). Des filtres à membrane ont été utilisés par divers chercheurs pour isoler les actinomycètes appartenat aux Streptomycetaceae, Micromonosporaceae (mésophiles et thermophiles), Nocardiaceae et Actinoplanaceae. Ainsi, cette procédure convient à l’isolement sélectif d’une variété taxonomique d’actinomycètes. Parmi les avantages offerts par cette technique sont : sa simplicité et sa capacité à isoler les actinomycètes d’une variété d’échantillons différents sans avoir à recourir à l’utilisation d’antibiotiques antibactériens non discriminatoires ou de restreindre les conditions nutritionnelles. En outre, la technique du filtre peut compléter les procédures existantes conçues pour l’isolement des actinomycètes (Hirsch et Christensen, 1983).

4-5-Les méthodes d’enrichissement

Divers genres d’actinomycètes peuvent être isolés par addition d’ingrédients nutritionnels ou non nutritionnels dans les milieux à des fins d’isolement sélectif. L’enrichissement est l’une des méthodes réussies en termes de diversité et d’abondance des bactéries culturables. Le prétraitement de la suspension de sol avec peptone (6%) et laurylsulfate (0,05%) à 50 °C pendant 10 minutes, a également considérablement augmenté le nombre d’actinomycètes provenant du sol avant l’incubation avec un nouveau milieu (Shivabai et Gutte, 2019). En 1991 une méthode chimiotactique a été améliorer et développer par Hayakawa et al.. L’isolement sélectif des actinomycètes sporulants connus pour produire des spores mobiles se font en utilisant xylose, chlorure, collidine, bromure et vanilline qui agissent comme chimioattractifs pour l'accumulation des spores d'Actinoplanes, Dactylosporangium et Catenuloplanes (Khanna et al., 2011).

36 CHAPITRE 02 ISOLEMENT DES ACTINOMYCETES

Hayakawa et al. (2000) ont décrit une technique d’enrichissement simple intégrant une centrifugation différentielle qui a permis d’isoler les actinomycètes rares et mobiles du sol et des déchets végétaux. Cette technique a été désignée méthode de réhydratation et de centrifugation (CR), et elle a constamment permis d’isoler de 37 à 86 % des genres d’actinomycétes zoosporiques de divers échantillons de sol et de litière végétale. Les actinomycètes mobiles les plus fréquemment isolés par la méthode RC étaient Actinoplanes et Dactylosporangium (Tiwari et Gupta, 2013). Une RC consiste à immerger des échantillons d’habitat naturel séchés à l’air dans un tampon phosphaté de 10 mM contenant 10 % d’extrait de sol. La préparation est maintenue à 30 °C pendant 90 minutes puis centrifugée à 1,500×g pendant 20 min. Le surnageant enrichi en zoospores d’actinomycète est ensemencé sur une gélose HV contenant de l’acide nalidixique et du triméthoprime (Hayakawa, 2008). D'autres souches également récupérées appartiennent aux genres Actinokineospora, Actinosynnema, Catenuloplanes, Couchioplanes, Geodermatophilus, Kineosporia et Sporichthya (Tiwari et Gupta, 2013).

4-6-Méthode intégrée

C’est la méthode la plus préférée pour l’isolement sélectif des actinomycètes. Une combinaison de la méthode physico-chimique avec les antibiotiques appropriés et d’autres méthodes sélectives favorise la croissance des actinomycètes désirés (Kumar et Jadeja, 2016).

5-Conception des milieux de culture utilisés pour l’isolement des actinomycètes

Une variété de milieux d’isolement ont été développés, ils étaient relativement non sélectifs, mais utilisés par nombreux microbiologistes pour examiner des échantillons de sol en provenance de partout dans le monde (Goodfllow et al., 1988).

Les milieux de cultures sélectifs ont toujours été préférés pour l'isolement des actinomycètes parce que l'échantillon contient d'autres genres de micro-organismes. Ainsi, les supports d'isolement doivent être conçus pour réduire le développement des microbes concurrents sans affectant négativement les actinomycètes (Tiwari et Gupta, 2013).

Huck et ses collègues (1991) ont souligné la nécessité de bases de données plus appropriées pour la conception de nouveaux milieux d'isolement et de culture à construire spécifiquement pour les actinomycètes (Tiwari et Gupta, 2013). La conception de milieux d’isolement sélectifs doit regrouper chaque facteur, tels que les objectifs d’isolement, les taxons actinobactériens cibles, les ingrédients et les inhibiteurs. L’ingrédient (source de carbones et d’azote) des milieux peut être formulé en utilisant les informations des bases de

37 CHAPITRE 02 ISOLEMENT DES ACTINOMYCETES données taxonomiques et phénotypiques. Les inhibiteurs appropriés doivent être sélectionnés en fonction de la capacité des spores actinobactériennes cibles à résister aux antibiotiques et aux produits chimiques (Jiang et al., 2016).

La plupart des milieux sont constitués de sources de carbone (glycérol, glucose, amidon ; 1 à 3%) et d’azote (sulfate d'ammonium, extrait de viande, peptone, farine de soja ; 0,5 à 2%) en combinaison avec du phosphate inorganique (5 à 15 mM), de cations (Ca, Mg, et Na ; 10 à 50 mM) ou des éléments en trace (Co, Cu, Fe, Mn et Zn) (Goodfllow et al., 1988).

La sélectivité du milieu d'isolement est contrôlée par sa composition, l’ajout d’inhibiteurs sélectifs, ainsi que par la température et la période d'incubation. L'incubation est généralement réalisée à 25-30 °C pour les mésophiles ou 45-55 °C pour les thermophiles. La plupart des colonies se développent dans les 14 jours (5 jours pour les thermophiles). Cependant, des souches à croissance plus lente peuvent être remarquées ; des périodes d'incubation de 4 à 6 semaines sont recommandées. La prolongation de la période d’incubation a été l'un des principaux facteurs contribuant à l’isolement de l'endophyte racinaire Frankia (Goodfellow et Williams, 1983).

De nombreux milieux sélectifs comme la gélose vitamine-acide humique, gélose de Kuster, gélose à la caséine-amidon, gélose d'isolement d'actinomycètes, gélose nitrate- amidon, gélose amidon-sels inorganiques (ISP4), milieu gélosé à la chitine sont connu pour l‘isolement spécifique des actinomycètes. la gélose glycérol-asparagine (ISP5), gélose de Gause N° 1, gélose HV complexe, la gélose à l'extrait de sol-amidon sont recommandés pour un meilleur isolement des actinomycètes (Kumar et Jadeja, 2016).

Un certain nombre de milieux nutritifs, par exemple le dextrose-asparagine, Emerson, Czapek, les géloses à extrait levure et Bennett, sont couramment utilisés pour étudier la croissance et le développement des actinomycètes aérobies. Là où les bactéries sont nombreuses dans les sols, aucun de ces milieux n'est particulièrement satisfaisant pour l'isolement des streptomycètes et certains comme la gélose à l'extrait de levure, potentialisent réellement la propagation des colonies bactériennes (Porter et al., 1959).

Au fil des années, l'utilisation des milieux de Shirling et Gottlieb (1966) du «International Streptomyces Project / ISP» a été établi dans presque tous les laboratoires travaillant avec les actinobactéries (Wink et al., 2017). Les milieux ISP2 (extrait de levure - extrait de malt - agar), ISP3 (farine d'avoine - agar), ISP4 (amidon - sels minéraux - agar), ISP5 (glycérol-asparagine-agar), ISP6 (peptone - sels de fer - agar) et ISP7 (tyrosine-agar) ont

38 CHAPITRE 02 ISOLEMENT DES ACTINOMYCETES

été utilisés pour les caractérisations macro et micro-morphologiques (Sabaou et Bounaga, 1987).

Kurtböke (2010) a indiqué que l'isolement sélectif d'actinomycètes d'importance industrielle n'est plus une application d'une technique unique. Il s'agit plutôt d'une conception efficace de méthodologies utilisant les informations générées par les disciplines éco- taxonomiques (Tiwari et Gupta, 2013).

6-Isolement des actinomycètes halophiles

Les actinobactéries sont omniprésents dans l’environnement salin et il existe plusieurs techniques pour leur isolement. Dans les techniques d’isolement classiques, plusieurs facteurs doit être prise en considération, à savoir le choix de la source de dépistage, du milieu sélectif, des conditions de culture et de la reconnaissance des colonies candidates dans l’isolement primaire. La culture des actinobactéries à partir d’environnements extrêmes, y compris les habitats salins, est plus difficile qu’à partir des environnements communs ; ils se développent très lentement. De plus, il est important de choisir les milieux et les conditions de croissance appropriés, et les milieux publiés sont habituellement associés à un genre ou une espèce microbienne particulière. Comme dans le cas d’autres recherches sur les découvertes microbiennes, lorsqu’on travaille avec des échantillons environnementaux contenant des communautés de populations microbiennes nouvelles, les milieux et les conditions de croissance choisis seront favorables pour certaines populations et non pour d’autres (Jameel et al., 2016).

Il est clairement impossible de concevoir un milieu d’isolement général pour les actinomycètes. Pour cela, nous avons réalisé une étude sur 100 articles scientifiques (75% International journal of systematic and evolutionary microbiology) afin de sélectionner les milieux les plus utilisés pour l’isolement des actinomycètes halophiles et halotolérants (voir l’annexe tableau 1). Les résultats de cette étude représentés dans les tableaux 3 et 8.

39 CHAPITRE 02 ISOLEMENT DES ACTINOMYCETES

Tableau 3 : pourcentages d’utilisation des milieux de culture dans les protocoles d’isolement des actinomycètes halophiles et halotolérants dans les articles scientifiques. Modification Milieu / Espèces isolées du milieu Pourcentage Streptomonospora halophila 10% (w/v) NaCl Streptimonospora salina 15% ( w/v) de sel Saccharomonospora 20% (w/v) NaCl saliphila Microbacterium halotolerans 15% (w/v) KCl Nesterenkonia halotolerans 15% (w/v) MgCl 2.6H2O Nesterenkonia xinjiangensis et KCl Nesterenkonia sandarakina 15% (w/v) Nesterenkonia lutea MgCl2.6H2O Nocardiopsis salina 20% (w/v) KCl Yania halotolerans 15% (w/v) KCL ISP 5 Nocardiopsis xinjiangensis 10% (w/v) NaCl 17,54% Nocardiopsis gilva Nocardiopsis rosea Nocardiopsis rhodophaea, 15% (w/v) NaCl Nocardiopsis chromatogenes Nocardiopsis baichengensis Saccharomonospora 20% (w/v) NaCl Paurometabolica * 2, 5, 10, et15% (w/v) NaCl Brevibacterium album 5% (w/v) NaCl Kocuria halotolerans / Haloglycomyces albus Phytoactinopolyspora halotolerans Prauserella salsuginis Prauserella flava

Prauserella aidingensis CCMS Prauserella sediminis 14,03%

Actinopolyspora alba

Actinopolyspora erythrae

Amycolatopsis halophila

Haloactinopolyspora alba

Haloactinospora alba

Haloechinothrix alba / Saccharopolyspora halophila Saccharopolyspora qijiaojingensis Haloactinopolyspora alkaliphila Salinisphaera halophila

40 CHAPITRE 02 ISOLEMENT DES ACTINOMYCETES

Tableau 3 : pourcentages d’utilisation des milieux de culture dans les protocoles d’isolement des actinomycètes halophiles et halotolérants dans les articles scientifiques. Modification Milieu / Espèces isolées du milieu Pourcentage 23g, 37g 55g, 73g sel * + 90 ml d’eau de mer stérile Streptomonospora amylolytica 10% (w/v) NaCl Streptomonospora flavalba Salinactinospora 15% (w/v) NaCl qingdaonensis Actinopolyspora sp. AH / Starch caseine agar Amycolatopsis jejuensis 8,77% / Amycolatopsis halotolerans Prauserella halophila 20% (w/v) NaCl Prauserella alba Streptomonospora alba / / : Pas de modification. * : Espèce non déterminée

À partir des résultats présentés dans le tableau 3 nous pouvons déduire que le milieu ISP5 « Glycerol Asparagine Agar » (voir annexe) est le plus utilisé pour l’isolement des actinomycètes halophiles avec un pourcentage de 17,54%. Selon Shirling (1966), ce milieu est recommandé pour la culture d'espèces de Streptomyces. Il fournit des caractéristiques cohérentes et reproductibles des Streptomyces. Le glycérol sert de source de carbone, tandis que l'asparagine est la source d'azote. Les besoins en oligo-éléments sont satisfaits par la solution de sels en trace. Selon Djaballah (2010), le milieu ISP5 semble être le milieu le plus favorable à la croissance des actinomycètes halotolérants.

Le milieu CCMS «cellulose-caséine-multisels» (voir annexe) occupe le deuxième rang avec un pourcentage de 14,03%. La cellulose sert de source de carbone, tandis que la caséine est la source d'azote. Selon Tang et al. (2010), il demeure un milieu d'isolement efficace, conçu et utilisé pour l'isolement des actinomycètes filamenteux halophiles à partir des environnements hypersalins.

Le Milieu SCA « Starch Casein Agar » (voir annexe) occupe le troisième rang avec un pourcentage de 8,77%. L’amidon joue le rôle de source de carbone, tandis que la caséine est la source d'azote. Ce milieu est recommandé pour la détection et l’isolement des bactéries amylolytiques marines et principalement des actinomycètes. Selon Kuster et Williams (1964), le milieu SCA est parmi les meilleurs milieux permettant l’isolement d’un grand nombre des Streptomyces tout en inhibant la croissance bactérienne grâce à sa composition.

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Généralement, le milieu utilisé est supplémenté en NaCl / KCl avec des concentrations différentes allant de 5% à 25% afin qu’il soit adéquat pour l’isolement des actinomycètes halophiles et halotolérant.

Tableau 4 : Les milieux de culture et les conditions d’incubation nécessaire à l’isolement des actinomycètes halophiles et halotolérants appartenant au genre Nocardiopsis. Milieu de Modification Condition Genre Espèce culture du milieu d’incubation 30 °C pendant N. halophila SGA agar 20% NaCl 10 -14 jours Starch nitrate N. halotolerans 15% NaCl N.D agar Marine agar 28 °C pendant N. quinghaiensi / 2216 2 semaines Bennett à 30 °C pendant N. kunsanensis / l’eau de mer 2 semaines Caséine soja 28 °C pendant N. compostus / peptone agar 7 jours N. salina ISP5 20% KCl / 28 °C pendant N. xinjiangensis ISP5 10% NaCl 4 semaines Nocardiopsis N. gilva N. rosea ISP5 15% NaCl N.D N. rhodophaea, N. chromatogenes N. baichengensis ISP5 15% NaCl N.D Bennett’s agar Nocardiopsis SD5 -Starch casein / N.D agar DSMZ no. N. valliformis / N.D 852 30 °C pendant N. ansamitocini ISP2 10M NaCl 4 semaines / : Pas de modification. N.D : Non déterminé.

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Tableau 5 : Les milieux de culture et les conditions d’incubation nécessaire à l’isolement des actinomycètes halophiles et halotolérants appartenant aux genres Actinopolyspora et Nesterenkonia. Milieu de Modification Condition Genre Espèce culture du milieu d’incubation Complex A. halophila Medium NaCl à 25% N.D (CM) 37 °C pendant A. dayingensis GL3 15 % NaCl 15 jours A. xinjiangensis GW3 / N.D Actinopolyspora A. lacussalsi GL3 / N.D 28 °C pendant A. egyptensis (CM) agar / 14 jours Actinopolyspora Starch casein 28 °C pendant / AH agar 7 jours Acide 30 °C pendant A. mzabensis humique - 20% NaCl 25 jours vitamin agar Acide 30 °C pendant A. algeriensis humique - 20% NaCl 25 jours vitamin agar 30 °C pendant A. righensis CM agar 20% NaCl 5 semaines Acide 30 °C pendant A. saharensis humique - 20% NaCl 4 semaines vitamin agar Cellulose- Alba 37 °C pendant caséine multi- / 3semaines A. erythrae sels (CCMS) N. aethiopica Milieu YP / 37 °C 10% milieu N. suensis d’eau saline / N.D (SW-10) N. halotolerans 15% ISP5 MgCl2.6H2O et N.D N. xinjiangensis Nesterenkonia KCl N. sandarakina 15% 28 °C pendant ISP5 N. lutea MgCl2.6H2O 2 semaines N. halophila MSG 25% KCl N.D Milieu Luria– N. Flava / 37 °C Bertani (LB) Plate count 30 °C pendant N. natronophila 2% NaCl agar (PCA) 10 jours / : Pas de modification. N.D : non déterminé.

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Tableau 6 : les milieux de culture et les conditions d’incubation nécessaire à l’isolement des actinomycètes halophiles et halotolérants appartenant aux genres Streptomonospora, Saccharopolyspora, Prauserella et Amycolatopsis. Milieu de Modification Condition Genre Espèce culture du milieu d’incubation S. amylolytica Starch-casein 37 °C pendant 10% NaCl S. flavalba agar 4 semaines S. halophila ISP 5 10% NaCl 37°C Marine agar 30 °C pendant S. terrae / Streptomonospora 2216 2 semaines. Starch-casein 28 °C pendant S. alba 20% NaCl agar 4 semaines. S. algeriensis CM agar 20% NaCl 5 semaines. 28 °C pendant S. tuzyakensis Bennett 15 % NaCl 6 semaines S. lacisalsi Glycérol- 37 °C pendant / S. halotolerans arginine agar 2 semaines Cellulose- 37 °C pendant S. halophila casein multi- / 3 semaines salt (CCMS) Cellulose- 37 °C pendant S. qijiaojingensis casein multi- / Saccharopolyspora 3 semaines salt (CCMS) Chitin- 37 °C pendant S. aidingensis 15% NaCI asparagine 15 jours Glucose-yeast extract-malt 28 °C pendant S. jiangxiensis / extract 14 jours (GYM) agar P. salsuginis Cellulose- P. flava 37 °C pendant casein multi- / P. aidingensis 3 semaines Prauserella salt CCMS P. sediminis P. halophila Starch-casein 28 °C pendant 20% NaCl P. alba agar 4 semaines A. salitolerans GTY agar 10% NaCl N.D A. jejuensis Starch casein 30 °C pendant / A. halotolerans agar 14 jours Cellulose- Amycolatopsis 37 °C Pendant A. halophila casein multi- / 3 semaines salt CCMS 28 °C pendant A. cihanbeyliensis Bennett’s agar 5% NaCl 21 jours / : Pas de modification. N.D : non déterminé.

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Tableau 7 : Les milieux de culture et les conditions d’incubation nécessaire à l’isolement des actinomycètes halophiles et halotolérant appartenant aux genres Glycomyces et Streptomyces. Milieu de Modification Condition Genre Espèce culture du milieu d’incubation G. halotolerans SSC / N.D G. fuscus Mannitol- casein acid 5% NaCl N.D hydrolysis Glycomyces G. albus (GW1) 37 °C pendant G. tarimensis Gause 1 5% NaCl 2 semaines 37 °C pendant G. xiaoerkulensis ISP4 15% NaCl, 2 semaines 30 °C pendant S. massilialgeriensis ISP4 5% NaCl 14 jours Streptomyces Colloidal S. chilikensis chitin agar / N.D (CCA) / : pas de modification. N.D : non déterminé.

Les résultats présentés dans les tableaux 4, 5, 6 et 7 révèlent que les actinomycètes halophiles et halotolérants sont principalement représentés par les genres suivants :

 Le genre Nocardiopsis (Meyer, 1976) : ce genre comprend 44 espèces validées dont l’espèce type est Nocardiopsis dassonvillei (Meyer, 1976) (site1 : LPSN, 2020). Ce genre semble être le plus isolé avec une quinzaine d’espèces halophiles et halotolérantes représentées dans le tableau 4 dont 7 espèces ont été isolé sur le milieu ISP5 généralement supplémenté en NaCl avec des concentrations allant de 10- 20%. Selon Hozzein (2015), de nombreuses espèces tolèrent jusqu’au 20% de NaCl, Les espèces halotolérantes telle que : N. halotolerans, N. rosea et N. baichengensis peuvent croitre dans des concentrations allant de 15 à 18% d’NaCl, alors que les espèces halophiles comme N. halophila et N. salina nécessitent des concentrations de 10-15% pour leur croissance.  Le genre Actinopolyspora (Gochnauer et al., 1975) : avec 12 espèces validées (site1 : LPSN, 2020), dont 12 sont représentées dans le tableau 5 , isolées principalement sur les milieux CM et HV supplémenté en NaCl de 15-25%. Ce genre est très intéressant car toutes les espèces validement décrites dans ce genre sont des actinobactéries halophiles et certaines d'entre elles peuvent être considérées comme des halophiles extrêmes. Sur les milieux solides, la croissance se produit en présence de 5 à 30 % de NaCl avec une croissance optimale dans les milieux contenant de 10 à 20 % de NaCl

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(Hozzein, 2015). Depuis 2011 et jusqu’à ce jour, 10 espèces ont été décrites, cinq d’entre elle ont été isolé a partir du Sahara algérien : mzabensis, algeriensis, righensis, saharensis et Biskrensis. L’espèce type de ce genre est représentée par Actinopolyspora halophila (Gochnauer et al., 1975). (site1 : LPSN, 2020).  Le genre Nesterenkonia (Stackebrandt et al., 1995) comprend 24 espèces dont l’espèce type est Nesterenkonia halobia (Onishi and Kamekura, 1972) (site1 : LPSN, 2020). Dans notre étude neuf espèces ont été isolé sur différents milieux additionnés de 2-25% de NaCl /KCl ; quatre d’entre elles sur ISP5. Les espèces de ce genre sont halophiles modérées ou des halotolérantes, certaines sont alcalitolérantes ou alkalophiles telle que N. halophila une souche halophile modérée alacalitolérante isolée sur un milieu supplémenté en 25% de NaCl (Li, 2008).  Le genre Streptomonospora (Cui et al., 2001) : a partir du tableau : on trouve sept espèces dont trois sont isolées sur le milieu SCA additionné de 10-20% de NaCl. Ce genre regroupe 11 espèces toutes sont strictement halophiles à l’exception de l’espèce S. halotolerans. L’espèce type de ce genre est S. salina, la croissance optimale se produit dans les milieux avec des concentrations de 10-15% de NaCl. (Hozzein, 2015).  Le genre Saccharopolyspora (Lacey and Goodfellow, 1975) comprend 33 espèces (site1 : LPSN, 2020). parmi lesquelles six espèces sont citées dans le tableau 6, dont quatre ont été isolées sur les milieux CCMS et glycérol-arginine. Les espèces S. Lacisalsi, S. halophila et S. qijiaojingensis présentent une tolérance au NaCl compris entre 3-22%. La souche S. jiangxiensis peut tolérer jusqu’au 11% de NaCl (Pimentel- Elardo et al., 2009). L’espèce type est représentée par S. hirsuta (Lacey and Goodfellow, 1975).  Le genre Prauserella (Kim and Goodfellow, 1999) comprend au total 15 espèces (site1 : LPSN, 2020). Parmi six espèces représentées dans le tableau 6, quatre ont été isolé sur le milieu CCMS, les deux restantes sur le milieu SCA supplémenté de 20% de NaCl. L’espèce type de ce genre est Prauserella rugosa (Lechevalier et al., 1986).  Le genre Amycolatopsis (Lechevalier et al., 1986) comprend 80 espèces (site1 : LPSN, 2020), dont cinq d’entre-elles mentionnées dans le tableau 6, sont isolées sur cinq différents milieux avec des concentrations de NaCl entre 5-10%. L’espèce type de ce genre est Glycomyces harbinensis (Labeda et al., 1985).  Enfin, le fameux genre Streptomyces (Waksman and Henrici, 1943) qui regroupe jusqu’au ce jour là environ 934 espèces (site1 : LPSN, 2020). il demeure le genre bactérien le plus étudié (Kemung, 2020). Selon Boudjellal (2012), de nombreuses

46 CHAPITRE 02 ISOLEMENT DES ACTINOMYCETES

espèces d’actinomycètes halophiles ou surtout halotolérantes appartenant au genre Streptomyces ont été citées dans la littérature : Streptomyces labedae (Lacey, 1987), S. naganishii (poussent à 7% de NaCl), S. michiganensis (pousse à 7-10% de NaCl) (Sonya et al., 2005), ainsi que S. aureomonopodiales DKDVIT2 et Streptomyces sp. DKDVIT3 (Deepika et Kannabiran, 2009). L’espèce type de ce genre est Streptomyces albus (Waksman and Henrici 1943).  En ce qui concerne les conditions d’incubation utilisés généralement dans l’isolement des actinobactéries halophiles et halotolérants, nous constatons des températures qui varient entre 28- 30 C° jusqu’au 37 °C pendant 2 à 4 semaines voir 6 semaines dans certains cas.  Source de carbone et d’azote

Tableau 8 : les sources de carbone et d’azote utilisées dans les milieux d’isolement des actinobactéries halophiles et halotolérants. Source Type Pourcentage Amidon 23% Glycérol 17% Cellulose 16% Dextrose /glucose 12% Extrait de levure 8% Citrate de sodium 6% Acide humique 6% Malt 3% Chitine 2% Carbone Acétate de sodium 2% CO2 2% Propionate de sodium 2% Raffinose 1% Caséine 29% Peptone 20% L- asparagine 15% Extrait de levure 12% KNO3 8% Casamino acide 8% azote sulfate d’ammonium 4% Arginine 3% Histidine 1%

En se basant les résultats obtenus dans le tableau 8, les sources de carbone les plus fréquemment utilisé dans les milieux sont : l’amidon 23% , glycérol 17%, cellulose 16% , glucose 12% les autres substrats représentent une minorité avec des pourcentages de 6% à 1% tel que la chitine , malt , l’acide l’humique , raffinose … etc. selon Waksman et al

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(1964), l’amidon et le glycérol représentent les sources les plus rentable dans l’isolement des actinomycètes en favorisant ces dernier et en même temps ils possèdent un effet inhibiteur contre les autres genres microbiens comme les moisissures , leurs expériences ont montrés une diminution considérable dans le nombre des champignons lors de l’utilisation de ces substrats dans les milieux.

40% des nouvelles espèces ont été isolées sur des milieux contenant du glycérol/amidon, il s’agit principalement des espèces appartenant aux genres : Nocardiopsis, Nesterenkonia, Streptomonospora.

Concernant, les sources d’azote les plus utilisés dans les milieux d’isolement on peut citer : caséine 29%, peptone 20%, L-asparagine 15%, extrait de levure 12%, les acides aminés comme : l’arginine, l’histidine sont minoritaires, on trouve dans certains milieux deux sources d’azote combiné : caséine – KNO3 22%. Cette combinaison (azote : organique- inorganique) à pour but d’augmenter la sélectivité du milieu en favorisant les actinobactéries par rapport aux autres bactéries, les meilleurs sources d’azote sont : la caséine, nitrate (Waksman et al., 1964).

51% des nouvelles espèces ont été isolées dans les milieux avec caséine/caséine- KNO3 comme source d’azote, elles appartiennent aux genres : Prauserella, Saccharopolyspora, Streptomonospora.

Selon Waksman et al (1964), les meilleurs milieux conférant un bon développement des actinobactéries sont ceux qui contiennent le glycérol ou l’amidon comme source de carbone avec la caséine ou les nitrates comme source d’azote. A partir de nos résultats environ 16% des milieux étudiés utilisent cette combinaison.

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Chapitre 03

CHAPITRE 03 CRIBLAGE, FERMENTATION ET EXTRACTION

I-Criblage et évaluation de l’activité antibactérienne des actinomycètes

Les membres du phylum Actinobacteria ont le potentiel énorme de produire divers métabolites bioactifs et présentent également différentes activités biologiques. Le criblage est la première étape de tout programme de bioprospection microbienne. Le criblage peut être défini comme l’utilisation de procédures hautement sélectives pour permettre la détection et l’isolement des seuls microorganismes d’intérêt parmi une grande population microbienne.

Ainsi, le criblage doit permettre, en une ou quelques étapes, le rejet de nombreux microorganismes sans valeur, tout en permettant la détection facile du petit pourcentage des microorganismes utiles qui sont présents dans la population. La procédure de criblage habituelle comprend deux étapes, le criblage primaire et le criblage secondaire. Le criblage primaire permet de détecter et d’isoler les microorganismes qui possèdent des applications industrielles potentiellement intéressantes. Le criblage primaire est habituellement effectué sur des plaques de gélose. Il détermine seulement quels microorganismes sont capables de produire un composé, mais ne donne pas une grande idée de la production ou du potentiel de rendement des organismes (Balagurunathan et al., 2020).

Sur la base des résultats du criblage primaire, les isolats positifs ont été soumis à la fermentation (Sapkota et al., 2020), le criblage secondaire consiste à tester Les extraits et les filtrats de la culture de l’organisme efficace (Williston et al., 1947), généralement par la technique des puits de gélose, par rapport aux organismes d’essai standard (Pandey et al., 2004) .

1-Méthodes par diffusion en milieu gélosé

Le choix d’une méthode de criblage appropriée influence fortement le processus de détection de l’activité antimicrobienne des microbes ou de leurs extraits/composés. Le test de diffusion en gélose est utilisé pour évaluer l’activité antimicrobienne des microbes, de leurs extraits et de leurs composés (Balagurunathan et al., 2020).

1-1-Principe de la méthode

La diffusion en agar se réfère au mouvement des molécules à travers la matrice qui est formée par le gélifiant de l’agar. Lorsqu’elle est réalisée dans des conditions contrôlées, le degré de mouvement de la molécule peut être lié à la concentration de la molécule. Ce phénomène constitue la base de l’essai de diffusion en gélose utilisé pour déterminer la sensibilité ou la résistance d’une souche bactérienne à un agent antimicrobien. Il existe deux

50 CHAPITRE 03 CRIBLAGE, FERMENTATION ET EXTRACTION méthodes courantes utilisées en vertu de ce principe qui comprend la méthode de diffusion sur disque et la méthode de diffusion des puits (Balagurunathan et al., 2020).

1-2-Méthode de diffusion sur disque / méthode Kirby-Bauer

Le test de diffusion sur disque développé en 1940 (Balouiri et al., 2016). Au début des années 1950, il y avait peu de normalisation du contenu de disque, de la taille de l’inoculum ou des conditions d’incubation entre les laboratoires effectuant les essais. Les études réalisées à l’Université de Washington au milieu des années 60 ont abouti à la technique souvent appelée « méthode Kirby-Bauer », publiée par Bauer et ses collègues en 1966. La méthode de diffusion de disque décrite par Bauer et ses collègues a été continuellement élargie et améliorée par le « Comité Nationale des Normes de Laboratoire Clinique» (maintenant appelé Clinical and Laboratory) (Tenover, 2009). Dans cette procédure bien connue, les géloses sont inoculées avec un inoculum normalisé du microorganisme d’essai. Ensuite, des disques de papier filtre (d’environ 6 mm de diamètre), contenant la masse d’essai à la concentration désirée, sont placés sur la surface de gélose. Les boîtes de Pétri sont incubées dans des conditions appropriées. Généralement, l’agent antimicrobien se diffuse dans la gélose et inhibe la germination et la croissance du microorganisme d’essai, puis les diamètres des zones d’inhibition de croissance sont mesurés (Balouiri et al., 2016). Des résultats qualitatifs sont fournis, catégorisant les bactéries comme des souches sensibles, intermédiaires et résistantes, selon la taille de la zone inhibitrice (Schumacher et al., 2018).

La diffusion discale est une méthode relativement peu coûteuse et facile, il s’agit généralement d’une méthode qualitative, de nombreuses variables peuvent directement baisser la taille des zones et donc donner des résultats peu fiables tels que la densité de l’inoculum, la phase de croissance et les variations de profondeur de la gélose (Carballo et al., 2012).

1-3-Méthode de diffusion des puits d’agar

La méthode de diffusion des puits d’agar est largement utilisée pour évaluer l’activité antimicrobienne des extraits microbiens. De même que dans la méthode de diffusion par disque, la surface de la gélose est inoculée en répartissant un volume microbien sur toute la surface de la gélose. Ensuite, un trou d’un diamètre de 6 à 8 mm est perforé aseptiquement avec un alésage stérile ou une pointe, et un volume (20 à 100 ml) de l’agent antimicrobien ou de la solution d’extraction à la concentration désirée est introduit dans le puits. Ensuite, les plaques d’agar sont incubées dans des conditions appropriées en fonction du microorganisme

51 CHAPITRE 03 CRIBLAGE, FERMENTATION ET EXTRACTION d’essai. L’agent antimicrobien se diffuse dans le milieu gélose et inhibe la croissance de la souche microbienne testée (Balouiri et al., 2016).

Dans la méthode de diffusion par disque, le disque de papier filtre imprégné d’extrait ou de molécule est placé sur la surface des plaques de gélose préalablement ensemencées avec des agents pathogènes d’essai, tandis que dans la méthode de diffusion par puits d’agar, les surnageants sans cellules, extrait naturel, ou les composés purifiés dissous dans des solvants appropriés sont chargés dans un milieu gélosé de criblage préalablement ensemencé avec des agents pathogènes d’essai. Dans les deux méthodes, la matière bioactive chargée dans le disque ou dans le puits diffuse dans le milieu et produit une zone d’inhibition (Balagurunathan et al., 2020).

1-4-Autres méthodes de diffusions

1-4-1-Technique des cylindres d’agar

L’antagonisme est une propriété de certains microorganismes par la production de métabolites secondaires. Sur la base de la détermination de l’activité antagoniste, les métabolites secondaires de ces microorganismes sont isolés, caractérisés et explorés pour le développement d’antibiotiques. En général, l’antagonisme par la production de métabolites secondaires est la propriété native des micro-organismes filamenteux tels que les actinobactéries, les champignons. La technique des cylindres d’agar est une méthode simple utilisée pour la détection de l’activité antagoniste des actinobactéries. Dans cette méthode, un cylindre de gélose de 5 mm de diamètre est coupé du milieu de culture cultivé avec les actinobactéries et placé sur la gélose nutritive/Mueller–Hinton, milieu gélose ensemencé d’agents pathogènes d’essai. L’apparition d’une zone d’inhibition autour du cylindre d’agar après 24 heures d’incubation à 37 °C indique que les actinobactéries sécrètent des molécules antagonistes extracellulairement dans le milieu et inhibent le pathogène d’essai (Balagurunathan et al., 2020).

Les conditions optimales ont été établies par Bauer et al. pour être la gélose Mueller- Hinton et la norme micro-organismes (ATCC ou similaire) (Rios et al., 1988). Le choix du milieu Mueller-Hinton, souvent rencontré dans la littérature, a été imposé par sa spécificité et sa richesse permettant une bonne croissance aux bactéries-tests et offrant des résultats clairs en raison de sa transparence (Reghioua et al., 2006).

52 CHAPITRE 03 CRIBLAGE, FERMENTATION ET EXTRACTION

1-4-2-La méthode à stries croisées

La méthode à stries croisées est utilisée pour cribler rapidement l’antagonisme chez les microorganismes. La souche microbienne d’intérêt est ensemencée par une seule strie au centre de la gélose. Après une période d’incubation en fonction de la souche microbienne, la boite est ensemencée avec les bactéries-test par une seule strie perpendiculaire à la strie centrale. Après une nouvelle incubation, les interactions antimicrobiennes sont analysées en observant la taille de la zone d’inhibition (Balouiri et al., 2016).

Figure 05 : Recherche de l’activité antimicrobienne par la technique de stries croisées (Benouagueni, 2015). 1-5-Facteurs influençant la dimension de la zone d’inhibition

La taille de la zone d’inhibition fournit une indication de l’activité, cependant, un certain nombre de facteurs, va affecter les résultats (Carballo et al., 2012) ; à savoir : la densité de l’inoculum, le minutage de l’application des disques, la composition du milieu de culture, la durée d’incubation, la profondeur de la gélose et espacement des disques imprégnés (Lega, 2010).

53 CHAPITRE 03 CRIBLAGE, FERMENTATION ET EXTRACTION

II-Production de biomolécules par les techniques de fermentation

La fermentation est l'art de tout programme ciblant les produits bioactifs issus des microorganismes, y compris les actinobactéries. Après la sélection des cultures actives sur la base du criblage primaire, elles ont été soumises à une culture, en général, dans des milieux liquides, ou dans des milieux solides pour la production ultérieure de produits bioactifs qui seront par la suite purifiés, caractérisés et testés in vivo.

Les conditions et les milieux de fermentation doivent être optimisés pour chaque souche actinobactérienne pour la production de produits souhaitables (Balagurunathan et al., 2020).

1-Fermentation solide

La fermentation solide (fermentation de substrats solides, fermentation humide, culture solide, etc. et en anglais : solid-state fermentation ou SSF) (Assamoi et al., 2009) est un processus dans lequel des micro-organismes se développent dans un environnement sans eau libre ou avec une très faible teneur en eau libre (Soccol et al., 2017).

Un coup d’œil sur l’histoire de la technologie de fermentation indique que les processus SSF ont été presque complètement ignorés après 1940 en raison de l’adaptation de la fermentation submergée (SmF). Cependant, il n’y a pas eu de raisonnement logique à l’époque. Depuis le développement de la pénicilline qui a eu lieu dans SmF et en raison de l’importance énorme de la pénicilline pendant la guerre mondiale, la SmF est devenu un modèle de technologie pour la production de tout composé par fermentation. Ce n’est qu’au cours des années 1960-1970 que la SSF a repris de l’importance lorsque des rapports ont été publiés sur la production de mycotoxines par la SSF (Pandey, 2003). Par la suite la production biotechnologique d'antibiotiques par fermentation solide a attiré beaucoup d'attention ; en particulier la production de céphamycine, oxytétracycline, iturine, néomycine céphalosporine, pénicilline et rifamycines (Vastrad et Neelagun, 2012).

1-2- Principe

La faible activité de l’eau (Aw) associée à la SSF signifie que ces processus favorisent les champignons et les actinomycètes qui peuvent se développer à une faible activité d’eau (Glassey et Ward, 2014). Les organismes filamenteux préfèrent généralement les constituants solides du sol pour s'ancrer, se développer et aussi pour produire des métabolites secondaires. Pendant l'incubation, les champignons et les actinobactéries sécrètent des métabolites secondaires extracellulaires dans le milieu environnant. Après incubation, les excroissances

54 CHAPITRE 03 CRIBLAGE, FERMENTATION ET EXTRACTION mycéliennes ont été éliminées et les métabolites sécrétés ont été extraits du milieu gélosé par une méthode d'extraction solide-liquide à l'aide de différents solvants organiques. A noter que certains organismes filamenteux produisaient plus de métabolites dans les milieux solides que dans les milieux liquides (Balagurunathan et al., 2020).

Le niveau d’humidité inférieur auquel la SSF peut se produire est d’environ 12% car en dessous de ce niveau toutes les activités biologiques cessent. La limite supérieure est en fonction du pouvoir absorbant et donc de la teneur en humidité, qui varie en fonction de la nature du substrat (krishna, 2005).

1-3- Types de la fermentation solide

La fermentation à l'état solide peut être grossièrement divisée selon les besoins des micro-organismes en deux catégories: processus de culture « pure » ou « non pure ». Dans les cultures pures, toutes les réactions biologiques sont déterminées par un seul type de microbe (Chen, 2013). Dans le cas d'une seule souche, l'utilisation du substrat est relativement spécifique, ce qui affecte directement le coût et la productivité lors d’une SSF. De plus, la maintenance et la surveillance de la stérilité d'une seule souche tout au long de la production est une tâche assez difficile. Au contraire, un système de co-culture mixte, c'est-à-dire l'utilisation de plus d'une culture, conduit à une large gamme de substrats ; la stérilité et l'ingénierie des souches sont non plus requise (Martínez-Medina et al., 2019).

1-4- Avantages et limites

La SSF offre des avantages distincts par rapport à la fermentation submergée, à savoir : l’économie d’espace nécessaire pour fermentation, la simplicité du milieu de fermentation, une productivité de fermentation plus élevée, une concentration finale plus élevée de produits, une grande stabilité des produits, une répression catabolique plus faible, une demande de stérilité plus faible en raison de la faible activité de l’eau utilisée dans la SSF, la non-nécessité de machinerie complexe, une plus grande compacité du récipient de fermentation en raison d’un volume d’eau plus faible, un meilleur rendement du produit, un volume moindre de solvant nécessaire à la récupération du produit, des rendements supérieurs, l’absence d’accumulation de mousse, et un contrôle plus facile des contaminants (Kapilan, 2015).

Malgré ses potentialités et ses applications extrêmement diversifiés, il y a encore des inconvénients importants à résoudre. Il est clair que certaines limites de la mise à l'échelle

55 CHAPITRE 03 CRIBLAGE, FERMENTATION ET EXTRACTION sont toujours observées. Dans ce cas, le choix du microorganisme, du substrat / support et du bioréacteur sont prédominants (Soccol et al., 2017).

2-Fermentation liquide

2-1-Définition

La fermentation effectuée en présence d'un excès d'eau libre est appelée fermentation submergée (Submerged fermentation en anglais) (Singhania et al., 2015). Elle implique la croissance du micro-organisme sous forme de suspension dans un milieu liquide dans lequel divers nutriments sont dissous ou mis en suspension sous forme de particules solides (Fahmia et al., 2019).

C’est une méthode utilisée principalement pour produire des enzymes, des antibiotiques et d'autres produits (Martínez-Medina et al., 2019). Dans cette fermentation, les éléments importants sont l'organisme lui-même, le milieu, la stérilisation et les facteurs environnementaux (Knight et al., 2003).

2-2- Principe

Le processus implique la croissance d'un micro-organisme spécifique tel que des bactéries, des champignons et des actinobactéries dans un petit ballon fermé contenant un bouillon de fermentation nutritif (Balagurunathan et al., 2020), pouvant contenir environ 50 g/L de solutés, avec une teneur en eau de 95%. Ce système de fermentation permet d'obtenir une grande variété de produits à partir de micro-organismes plus divers, car il offre un meilleur contrôle du processus (pH, température, etc.) et utilise des milieux de culture bien définis, garantissant une bonne reproductibilité (Martínez-Medina et al., 2019).

La fermentation est effectuée en flacons agités, en particulier l’Erlenmeyer qui est peu couteux et simple. Les chicanes (i.e motifs au niveau de la partie basale du ballon permettant sa fixation pour assurer une bonne agitation) ont été utilisées dans les ballons agitateurs pour faciliter le taux de transfert d’oxygène (OTR), mais elles ne sont vraiment adaptées qu’aux fermentations à court terme et à faible volume. Le volume minimal qui peut être pratiquement obtenu (par exemple, 50 ml dans un 250 ml dans un flacon à agitation) devrait donner le meilleur OTR et donc le meilleur résultat. Ces expériences de flacon à agitation sont régulièrement effectuées dans des milieux universitaires et de recherche pour le criblage et la production à petite échelle d'antibiotiques, d'enzymes et de pigments provenant de micro- organismes potentiels (Balagurunathan et al., 2020).

56 CHAPITRE 03 CRIBLAGE, FERMENTATION ET EXTRACTION

2-3-Influence de la morphologie sur la capacité des actinomycètes à produire des antibiotiques et d'autres produits en culture submergée

Un certain nombre de chercheurs ont tenté d'identifier des formes morphologiques associées à la production d'antibiotiques ou d'autres métabolites (Wittaker, 1991). L'une des premières descriptions de la morphologie macroscopique des actinomycètes a été faite par Erikson (1940) qui a décrit l'actinomycète anaérobie Actinomyces israeli. Tresner et al. (1967) avaient décrit les morphologies générales des actinomycètes allant des gros pellets mycéliens de taille macroscopique de plusieurs millimètres de diamètre à des mycéliums abondamment fragmentées. Grâce à cette description, les souches d'actinomycètes ont pu être séparées en trois groupes principaux : (i) les organismes du groupe 1, qui n'ont formé que des pellets,(ii) organismes du groupe 2, qui ne formaient que des agrégats mycéliens et (ou) mycélium fragmenté et (iii) les organismes du groupe 3, qui ont formé des pellets et une gamme de formes mycéliennes, et dont la morphologie est souvent variable ou occasionnelle selon la concentration de spores initialement inoculées dans le ballon à agitation (Lawton et al., 1989).

Une forme mycélienne de Streptomyces griseus est nécessaire pour la production de streptomycine, mais les formes en pellets et fragmentées ne sont pas souhaitables. Une production plus faible de streptomycine était également associée à une production accrue de spores submergées par S. griseus. L'état filamenteux est également essentiel pour la production de l'antibiotique SF-1993 par Streptomyces halstedii et de la turimycine par Streptomyces hygroscopicus. Dans les deux cas, aucun antibiotique n'a été produit par la forme fragmentée. Braun et Vecht-Lifshitz ont conclu que les effets de la morphologie en pellets sur la productivité et la composition des métabolites secondaires restent inexpliqués. Il peut donc être possible d'obtenir des métabolites spécifiques non synthétisés par croissance mycélienne dispersée (Wittaker, 1991)

2-4-Avantages et limites

Les procédés biologiques réalisés en SmF présentent des avantages notables en matière d’instrumentation et de contrôle (contrôle du pH, de l’oxygène dissous, de la température, de la concentration des molécules solubles dans l’eau), de séparation de la biomasse après la fermentation, d’agitation, d’aération et de mise à l’échelle (Soccol et al ., 2017). Cette technique de fermentation est la mieux adaptée pour les microorganismes tels que les bactéries qui nécessitent une teneur élevée en humidité. Un avantage supplémentaire de cette technique est que la purification des produits est plus facile.

57 CHAPITRE 03 CRIBLAGE, FERMENTATION ET EXTRACTION

L'un des défis majeurs de la fermentation submergée est la nature multicellulaire des microorganismes filamenteux, qui affecte la reproductibilité des cultures qui peut être fortement affectée par le taux de transfert d'oxygène : si l'oxygène devient limitant, les microorganismes passeront au métabolisme partiellement anaérobie, ce qui pourrait affecter la quantité du métabolite produite. En plus, les substrats sont utilisés assez rapidement ; ils doivent donc être constamment ajouté (Subramaniyam et Vimala, 2012).

Ainsi les formes morphologiques spécifiques sont nécessaires pour une productivité optimale. Par conséquent, la variabilité de la morphologie dans les cultures submergées peut être considérée comme un défi pour définir des paramètres qui contrôlent et conservent la forme optimale. Atteindre une productivité optimale nécessite également une configuration automatisée pour l'apport de nutriments afin d'éviter le développement de la répression catabolique (Hansen et al., 2015).

Finalement, le tableau 9 représente une globale comparaison entre la fermentation solide et liquide.

Tableau 9 : Comparaison entre la fermentation solide et liquide (Manpreet et al., 2005) SSF SMF Les organismes nécessitant moins d’eau pour La concentration du milieu est bien inférieure la croissance sont préférés comme les à la teneur en eau. microorganimes filamenteux. Support inerte (naturel ou artificiel), contenant tous les composants pour la Les ingrédients transformés requis sont chers croissance sous forme de solution. L'activité plus élevée de l'eau devient la Moins de risques de contamination en raison principale cause de contamination dans les de la faible disponibilité de l'eau. smf. Une pression d'air élevée consomme plus Moins de consommation d'énergie pour d'énergie et le transfert de gaz dans le smf est l'aération et le transfert de gaz. médiocre. Le facteur limitant de la croissance est la Un mélange vigoureux facilite la diffusion. diffusion des nutriments. Beaucoup de difficultés pour mesurer la Des capteurs en ligne sont disponibles et quantité de biomasse présente et d'autres l'échantillonnage est facile pour la mesure de processus en ligne. la biomasse. Le traitement en aval est facile, moins L'eau rend le processus en aval difficile et coûteux et prend moins de temps. très coûteux.

3-Les conditions optimales de la fermentation

Les conditions optimales pour la biosynthèse des métabolites secondaires ne sont pas nécessairement identiques à ceux de la croissance. En général, les zones optimales sont plus

58 CHAPITRE 03 CRIBLAGE, FERMENTATION ET EXTRACTION

étroites pour la production du métabolisme secondaire, elles varient d’un microbe à l’autre (Knight et al., 2003).

Les températures optimales pour la production de métabolites secondaires sont généralement inférieures à celles de la croissance, mais peuvent varier considérablement. Par exemple, une température optimale de 21 °C est requise pour la production de la cyclosporine par Tolypocladium inflatum, 25 °C pour la synthèse de streptomycine par S. griseus ou 28 °C pour la production de la nébulmycine par Streptomyces tenebrarius. Le temps d’incubation est un autre point clé et dépend des caractéristiques de croissance du micro-organisme et des conditions de culture. Par exemple, la production chez les actinomycètes peut varier de 3 jours pour la production maximale d’arylomycines par une souche de Streptomyces à 12 jours pour la production maximale de pramicidine S par une souche d’Actinomadura (Knight et al., 2003).

Ainsi, un programme de fermentation systématique devrait être conduit avec des souches « compétentes » afin de maximiser le nombre de composés produits par chaque souche. Une telle approche devrait inclure (Zhang, 2005) :

 Cultures cultivées dans des récipients liquides agités et sur des milieux solides ;  Cultures cultivées avec des milieux de composition différente ;  Incubation à deux températures ou plus ;  Incubation pendant au moins deux périodes différentes ;  Milieu ayant au moins deux niveaux de pH.

III-Extraction liquide-liquide

L’extraction liquide-liquide (ELL), aussi appelée partitionnement, est un processus de séparation consistant à transférer un soluté d’un solvant à un autre, les deux solvants non miscibles ou partiellement miscibles l’un avec l’autre. Souvent, l’un des solvants est de l’eau ou un mélange aqueux, et l’autre est un liquide organique non polaire. L’extraction liquide- liquide est une méthode de séparation importante dans la recherche et l’analyse chimique. En tant que procédé commercial, il est fréquemment utilisé pour la récupération en aval d’une fermentation des produits tels que les antibiotiques, les acides aminés, les stéroïdes, etc. (Balagurunathan et al., 2020).

59 CHAPITRE 03 CRIBLAGE, FERMENTATION ET EXTRACTION

1-Procédures courantes d’extraction liquide-liquide

Plusieurs procédures d’extraction sont couramment utilisées en laboratoire à des fins préparatoires et analytiques. Une de ces procédures est l’extraction par lots. La procédure utilise un volume donné d’un solvant d’extraction et d’une solution qui contient les molécules, les deux liquides étant immiscibles. La procédure est généralement effectuée à l’aide d’une ampoule de décantation (voir figure 6). Après une courte période d’agitation (souvent au moyen d’agitateurs mécaniques), on laisse les deux couches de liquide se séparer. Une bonne séparation des deux liquides et la séparation sans pertes d’un liquide ou de l’autre est importante pour de bons résultats d’extraction. Le procédé d’extraction par lots permet des séparations rapides et simples et offre de nombreux avantages, en particulier lorsque l’efficacité d’extraction du soluté d’intérêt est importante et que le procédé n’implique que quelques opérations d’extraction. Idéalement, les séparations sont quantitatives, mais une séparation parfaite n’est jamais possible (Moldoveanu et David, 2015).

Figure 6: dessin schématique d’une ampoule de décantation avec deux couches distinctes de liquides (Moldoveanu et David, 2015). 2-Sélection des solvants

La formule moléculaire du soluté peut suggérer le type de solvant qui peut être sélectif pour son extraction, en fonction des affinités probables entre les groupes fonctionnels apparentés. plusieurs facteurs spécifiques pris en considération dans la sélection d’un solvant comprennent : Solubilité ,sélectivité (Une extraction idéale serait réalisée grâce à un solvant organique qui ne permettrait d’extraire que le soluté et de laisser dans la matrice toutes les autres substances) ;disponibilité ; différentiel de densité (une différence de densité trop faible entre les phases entraînera des problèmes de séparation) ; immiscible (et non réactif avec d’autres produits chimiques impliqués dans le processus d’extraction ) et facilité de récupération (Todd, 2014).

60 CHAPITRE 03 CRIBLAGE, FERMENTATION ET EXTRACTION

3- Les facteurs qui influencent l’extraction

Beaucoup de facteurs indépendants de la nature du solvant sont susceptibles d’influencer l’extraction du soluté. Parmi ces facteurs, figure le pH et les facteurs chimiques ou non chimiques : (i) L’influence du pH sur l’extraction ; le pH de solution (typiquement de la solution aqueuse) est un facteur important pour l’extraction. Les composés à caractère acide ou basique peuvent avoir des structures qui dépendent fortement du pH de la solution. La structure de ces composés peut changer à des valeurs de pH différentes ; (ii) Modifications chimiques qui affectent l’équilibre de l’extraction tels que les cryptands utilisés pour dissoudre les ions destinés à l’extraction dans des solvants organiques, etc. La modification chimique d’une molécule est également possible par l’ajout d’un réactif dans le solvant d’extraction, de sorte que la dérivatisation et l’extraction aient lieu en même temps ; (iii)Facteurs non chimiques affectant l’extraction qui comprennent (1) le choix de la technique d’extraction, (2) le choix des volumes de solvant et de phase aqueuse, (3) le moment de l’extraction, (4) la procédure d’évaporation des solvants, etc (Moldoveanu et David, 2015).

4-Avantages et inconvénients de l’extraction liquide-liquide

4-1-Avantages

L’ELL présente de nombreux avantages parmi lesquels : Le coût : Ce sont des techniques qui ne demandent pas d’investissement de gros matériel ou de réactifs. Le matériel nécessaire à la mise en œuvre de ces techniques est du matériel de base de laboratoire comme de la verrerie, des pipettes, une centrifugeuse et une hotte à solvants ; la concentration des échantillons (l’utilisation de solvants organiques volatiles permet la concentration du soluté par évaporation du solvant. Si l’on part d’une prise d’essai de 1 ml , et que si l’extrait est repris par un volume final de 100 μL, le soluté est alors concentré d’un facteur 10) ; la purification et la possibilité d’extraire une gamme très étendue de molécules (Abe et al., 2010).

4-2-Inconvénients et solutions

L’ELL présent certains inconvénients, tel que: La formation d’émulsions : Les émulsions se forment lorsque les composés de l’échantillon affectent les limites de phase en modifiant la tension superficielle et le caractère hydrophobe/hydrophile des phases. Les émulsions peuvent être évitées par filtration, centrifugation, réfrigération, addition de sel, etc ; L’évaporation des solvants : une mauvaise séparation de phase, la formation de bulles

61 CHAPITRE 03 CRIBLAGE, FERMENTATION ET EXTRACTION pendant le pipetage d’échantillons à haute tension superficielle et des problèmes de coagulation en cas d’échantillons biologiques peuvent se produire dans l’LLE. En outre, il est parfois difficile de détecter la frontière entre les phases organique et aqueuse, ce qui rend difficile de séparer physiquement les deux phases en utilisant, par exemple, des entonnoirs séparatifs communs ; les contaminants à l’état de traces sont généralement présents dans les solvants utilisés pour l’extraction, dont certains suffisent à interférer dans la détermination des molécules d’intérêt et La toxicité des solvants (Moldoveanu et David, 2015).

62

Conclusion Générale Et perspectives

CONCLUSION GÉNÉRALE ET PERSPECTIVES

Conclusion générale

A partir de notre recherche bibliographique plusieurs points ont été abordés.

Un des principaux problèmes de l’isolement des actinomycètes est celui de la représentativité des prélèvements de terrain, dont les résultats vont faire l'objet d'interprétations. N'étant pas effectués de manière systématique, ils doivent reposer sur un choix judicieux des sites de prélèvements (Pansu, 1998).

Les analyses physico-chimiques des échantillons reflètent les propriétés et les caractéristiques de l’environnement étudié, ce qui permet une conception correcte des milieux de culture utilisés au cours du protocole d’isolement des espèces actinomycétales halophiles et halotolérantes.

De nombreuses techniques de prétraitement ont été développé afin d’assurer l’isolement sélectif des actinobactéries. Il s’est avéré que les prétraitements physiques et chimiques des échantillons qui sont utilisés soit seuls ou en combinaison donnent de bons résultats.

Pour caractériser la densité de la population d'un sol on se sert le plus souvent de la méthode de dénombrement sur milieu solide (Hayakawa et Nonomura, 1989). Or nous savons, que cette méthode ne peut nous fournir qu'une image approximative de l'état actuel de la microflore dans ce milieu à un moment donné (Simonart, 1975). Cependant, les problèmes suivants de la procédure d'isolement demeurent : aucun des médias d'isolement n'est absolument sélectif pour les actinomycètes et certains prétraitements ainsi que l'incorporation d'antibiotiques antibactériens dans les milieux d'isolement provoquent la réduction du nombre d'actinomycètes (Hayakawa et Nonomura, 1989). En général, l'analogie entre le sol qui est un substratum semi-solide possédant des propriétés colloïdales très marquées et les milieux habituellement utilisés est quasi inexistante car lors de l'ensemencement de dilution-suspension de terre sur de tels milieux, les germes apportés vont réagir en fonction du milieu ; un nouvel équilibre microbien s'établira n'ayant rien à voir avec l'équilibre naturel du sol (Simonart, 1975).

L’étude analytique de 100 articles scientifiques a révélée deux grandes lignes, la premiere est relatif aux milieux d’isolement sélectif des souches d’actinobactéries halophiles et halotolérants (incluant les sources de carbone et d’azote utilisés), la seconde à leur diversité taxonomique. Suite à cette étude nous avons constaté que 14%, 13% et 9% représentent, respectivement, les pourcentages d’utilisation des milieux de cutlture ISP 5, CCMS et SCA

64 CONCLUSION GÉNÉRALE ET PERSPECTIVES additionnés de NaCl. Les concentrations de NaCl utilisées varient en fonction des conditions physicochimique de l’échantillon et du genre isolé. Le NaCl joue le rôle d’un agent sélectif permettant la différenciation entre les halotolérants et les halophiles. Les genres les plus répandu dans les écosystèmes hypersalins, mais aussi les plus tolérants aux conditions extrêmes sont les suivants : Nocardiopsis, Actinopolyspora, Nesterenkonia, Streptomonospora et Saccharopolyspora.

L’amidon représente la source de carbone la plus utilisé dans les milieux d’isolement sélectif avec 23% de même pour la caséine qui occupe 29% des sources d’azote utilisés.

L’évaluation de l’activité antimicrobienne est assurée par l’application des approches de criblage où une multitude de techniques décrites dans la littérature ont été rapporté dans ce travail.

La fermentation et l’extraction des biomolécules se fait selon des protocoles bien précis et optimisés, d’une part pour préserver la qualité et la pureté des molécules, et d’autre part, pour garantir une bonne production.

65 CONCLUSION GÉNÉRALE ET PERSPECTIVES

Perspectives

En perspective à cette étude nous prévoyons une réalisation pratique des techniques rapportées dans ce travail ; à savoir :

 La détermination du meilleur prétraitement qui peut être utilisé pour favoriser l’isolement des actinomycètes halophiles et halotolérants ;  La sélection des milieux de culture favorables à l’isolement des actinomycètes halophiles et halotolérants ;  Criblage à partir des actinomycètes habitants les écosystèmes salin de ceux capables de produire des molécules bioactives ;  Optimisation d’un protocole de fermentation permettant une meilleure production ;  Extraction, purification et caractérisation préliminaire des molécules d’intérêt.

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Références bibliographiques I

REFERENCE BIBLIOGRAPHIQUES I

1. Abe E ., Delyle S.G and Alvarez J.C. (2010). Extraction liquide-liquide : théorie,applications, difficultés. Annales de toxicologie analytique .22(2). 51-59. http://doi.org/10.1051/ata/2010018. 2. Abdelshafy Mohamad O. A. , Li L., Ma J.B., Hatab S, Rasulov B.A., Musa Z, Liu Y.H., and Li W.J. (2018). Halophilic Actinobacteria biological activity and potential applications. In D. Egamberdieva et al. (eds.), Extremophiles in Eurasian Ecosystems: Ecology, Diversity, and Applications, Microorganisms for Sustainability. 8.(333-364). Springer Nature Singapore. https://doi.org/10.1007/978-981-13-0329-6_12. 3. Adlin J., Michaelbabu, M., Eswaramoorthy Thirumalaikumar C.L., Jeraldin S.R., Uma G.,CitarasuT.(2019). Antimicrobial potential of haloalkaliphilic Nocardiopsis sp. AJ1 isolated from solar salterns in India. Journal of basis microbiology. 59, 288–301. 4. Al-Mueini R., Al-Dalali M., Al-Amri IS., Patzelt H. (2007). Hydrocarbon degradation at high salinity by a novel extremely halophilic actinomycete. Environmental Chemistry. 4(1).5–7 5. Al-Zarban SS., Al-Musallam AA., Abbas IH., Fasasi YA. (2002). Note worthy salt-loving actinomycetes from Kuwait. Kuwait journal of Science and Engineering .29(1).99–109. 6. Anandan R ., Dharumadurai D., Manogaran G.P. (2016). An Introduction to Actinobacteria. . In Dharumadurai.D and Jiang Y(eds). Actinobacteria - Basics and Biotechnological Applications .(3-37). IntechOpen. https://doi.org/10.5772/62329. 7. Ara I ., Daram D ., Baljinova T ., Yamamura H ., Hozzein W.N ., Bakir M.A ., M. Suto M and Ando K .(2013)., Isolation, classification, phylogenetic analysis and scanning electron microscopy of halophilic, halotolerant and alkaliphilic actinomycetes isolated from hypersaline soil . African Journal of Microbiology Research. 7(4).298 -308. https://doi.org/10.5897/ajmr12.498. 8. Assamoi A.A., Destain J et Thonart P. (2009). Aspects microbiologiques de la production par fermentation solide des endo-β-1,4-xylanases de moisissures : le cas de Penicillium canescens. Biotechnology, Agronomy, Society et environement. 13(2). 281-294

68 REFERENCE BIBLIOGRAPHIQUES I

9. Aouar L. (2006). Mise en évidence des actinomycètes aérobies pathogènes impliqués dans les infections traitées au service des maladies infectieuses du CHU de Constantine. Etude des caractéristiques culturales des souches isolées et purifiées .Mémoire de Magister En Biochimie et Microbiologie appliquées .université fréres Mentouri – constantine 10. Balagurunathan R., Radhakrishnan M., Shanmugasundaram T., Gopikrishnan V and Jerrine J (2020). Protocols in actinobacterial research. Springer Protocols Handbooks New York , U.S.A . https://doi.org/10.1007/978-1- 0716-0728-2 11. Balouiri M., Sadiki M., Ibsouda S.K. (2016). Methods for in vitro evaluating antimicrobial activity : a review. Journal of pharmaceutical analysis. 6.71-79. http://dx.doi.org/10.1016/j.jpha.2015.11.005. 12. Barka E.A., Vatsa P., Sanchez L., Gaveau-Vaillan N., Jacquard C., Klenk H.P., Clément C., Ouhdouch Y., Weze G.P. (2016). Taxonomy, physiology, and natural products of Actinobacteria. Microbiology and Molecular Biology Reviews. 80(1).1–43. http://dx.doi.org/10.1128/mmbr.00019-15 13. Benouagueni S .(2015). Recherche de nouvelles souches actinomycètes productrices de molécules antifongiques (cas des eaux du lac Mellah d’El kala). Thèse de doctorat en mocrobiologie. Université Badji Mokhtar-Annaba. 14. Becker B., Lechevalier M.P., Lechevalier H.A. (1965). Chemical composition of cell-wall preparations from strains of various form-genera of aerobic actinomycetes. Applied Microbiology. 13(2). 236-243. 15. Belghiti M.L., Chahlaoui A., Bengoumi D et El Moustaine R.(2013). Etude de la qualité physicochimique et bactériologique des eaux souterraines de la nappe plio-quaternaire dans la région de Meknès (MAROC). Larhyss Journal. 14(1112- 3680). 21-36 16. Bignell D.R., Seipke R.F., HuguetTapia J.C., Chambers A.H., Parry R.J., Lori a R. (2010). Sys scabies 87-22 contains a coronafacic acid-like biosynthetic cluster that contributes to plant-microbe interactions. Molecular plant-microbe interactions., 23(2).161–175. https://doi.org/10.1094/mpmi-23-20161 17. Birer C. (2017). Le microbiote bactérien cuticulaire des fourmis de Guyane : pouvoir antibiotique et écologie des communautés. Thèse de doctorat en chimie. Université de Guyane. France

69 REFERENCE BIBLIOGRAPHIQUES I

18. Boudoudou H., Hassikou R ., Amina Ouazzanittouhami A ., Badoc A ., Douira A. (2009). Paramétres physicochimiques et flore fongique des sols de rizières marocaines. Bulletin de la société de pharmacie de Bordeaux 148(1-4).17- 44 19. Boudjelal F. (2012). Taxonomie et antagonisme des actinomycètes halophiles d’origine saharienne et caractérisation des composés bioactifs sécrétés par Actinoalloteichus sp. AH97. Thèse de Doctorat en sciences agronomiques. École nationale supérieure agronomique El-Harrach Alger.

20. Canfora L., Bacci G., Pinzari F., Lo Papa G., Dazzi C., Benedetti A., (2014). Salinity and bacterial diversity: To what extent does the concentration of salt affect the bacterial community in a saline soil?Plos one . 9 (9). https://doi.org/10.1371/journal.pone.0106662.

21. Carballo G.L., Gómez-Estaca J.G., Catalá R., Muñoz P.H and Gavara R. (2012). Active antimicrobial food and beverage packaging. In Yam L.L and Lee D.S(eds). Emerging food packaging technologies.Principales and practice. (27- 54).Elsevier, Cambridge, UK(Woodhead Publishing). 22. Carter M.R. (1993). Soil simpling and methods of analysis. Canadian society of soil sciences. 23. Chater K .F., Biro S., Lee KJ., Palmer T., Schrempf H. (2010). The complex extracellular biology of Streptomyces. FEMS Microbiology reviews. 34(2). 171– 198. http://dx.doi.org/10.1111/j.1574-6976.2009.00206.x. 24. Chen H. (2013). Biotechnology Principles of Solid State Fermentation. In Chen .H (Ed.). Modern Solid State Fermentation. (23-74) .Springer. Netherlands. https://doi.org/10.1007/978-94-007-6043-1_2. 25. Cimerman G.N., Plemenita A and Oren A. (2018). Strategies of adaptation of microorganisms of the three domains of life to high salt concentrations. FEMS Microbiology Reviews. 42(3).353–375. https://doi.org/10.1093/femsre/fuy009. 26. Corral P., Amoozegar M.A., Ventosa A. (2020). Halophiles and Their Biomolecules: Recent Advances and Future Applications in Biomedicine. Marine drugs ., 18.1-33.https://doi.org/10.3390/md18010033. 27. De la Haba R.R., Sánchez-Porro C., Marquez M.C., Ventosa A. (2011). Taxonomy of Halophiles. In: Horikoshi K. (eds) Extremophiles Handbook. Springer, Tokyo. https://doi.org/10.1007/978-4-431-53898-1_13

70 REFERENCE BIBLIOGRAPHIQUES I

28. Dietz A.,Currie S. (1996). Actinomycetes. In Hunter-Cevera J.C and Belt A (eds). Maintaining Cultures for Biotechnology and Industry (85–99). Academic Press,San Diego. http://dx.doi.org/10.1016/B978-012361946-4/50006-5.

29. Djaballah C., (2010). Biodiversités des actinomycètes halophiles et halotolérantes isolées de la sebkha de Ain M’lila .Mémoire de magister en Microbiologie, université frères Mentouri – Constantine 30. Djinni I.,Defant A.,Djoudi W., Chaabane Chaouch F., Souagui S., Kecha M.,Mancini I. (2019). Modeling improved production of the chemotherapeutic polypeptide actinomycin D by a novel Streptomyces sp. strain from a Saharan soil. Heliyon . 5(5). 1-16. https://doi.org/10.1016/j.heliyon.2019.e01695. 31. Faugier A., (2010). Diversité bactérienne des sols : accès aux populations à effectifs moniritaires « the rare biosphere ». Thèse de doctorat. Sciences du Vivant [q-bio]. Ecole Centrale de Lyon. France. https://tel.archives-ouvertes.fr/tel- 00502105v1 32. Glassey J and Ward A. (2015). Solid State Fermentation. In Bora N., Dodd.C and Desmasures.N (Eds.). Diversity, Dynamics and Functional Role of Actinomycetes on European Smear Ripened Cheeses. (217- 225).Springer.Switzerland. a. https://doi.org/10.1007/978-3-319-10464-5_10

33. Goodfllow M .,Williams S.T .,Mordarski M.(1988). Actinomycetes in biotechnology .Edition Academic press Inc. p48 34. Gohel S.D., Sharma A.K., Dangar K.G., Thakrar F.J and Singh S.P. (2015). Antimicrobial and Biocatalytic Potential of Haloalkaliphilic Actinobacteria. In D.K. Maheshwari, M. Saraf (eds.), Halophiles, Sustainable Development and Biodiversity.6.29-55 Springer International Publishing Switzerland. https://doi.org/10.1007/978-3-319-14595-2_2. 35. Gontia-Mishra I., Sapre S and Tiwari S. (2017). Diversity of halophilic bacteria and actinobacteria from India and their biotechnological applications. Indian journal of Geo marine science.46(8).1575-1587. 36. Goodfellow M., Williams S. T. (1983). Ecology of actinomycetes. Annual review of microbiology. 37.189–216. http://dx.doi.org/10.1146/annurev.mi.37.100183001201

71 REFERENCE BIBLIOGRAPHIQUES I

37. Goodfllow M .,Williams S.T .,Mordarski M.(1988). Actinomycetes in biotechnology .Edition Academic press Inc. p48 38. Gaudereto J et al .(2020). Comparison of methods for the detection of in vitro synergy in multidrug-resistant gram-negative bacteria. BMC Microbiology. 20(97). https://doi.org/10.1186/s12866-020-01756-0 39. Ghanem NB., Mabrouk ME., Sabry SA and El-Badan DE. (2005). Degradation of polyesters by a novel marine Nocardiopsis aegyptia sp. nov: application of Plackett-Burman experimental design for the improvement of PHB depolymerase activity. The journal of general and applied microbiology. 51(3).151–158 40. Goudjal Y., Toumatia O., Sabaou N., Barakate M., Mathieu F., Zitouni, A. (2013). Endophytic actinomycetes from spontaneous plants of Algerian Sahara: Indole-3-acetic acid production and tomato plants growth promoting activity. World journal of microbiology & biotechnology., 29 (10).1821–1829. https://doi.org/10.1007/s11274-013-1344-y. 41. Hadj Rabia-Boukhalfa Y., Eveno Y., Karama S.,Selama O., Lauga B., Duran R.,Hacène H., Eparvier V. (2017). Isolation, purification and chemical characterization of a new angucyclinone compound produced by a new halotolerant Nocardiopsis sp. HR-4 strain. World journal of microbiology & biotechnology. 33(6). 126–135. https://doi.org/10.1007/s11274-017-2292-8.

42. Hamedi J., Mohammadipanah F and Panahi H.K.S. (2015). Biotechnological exploitation of actenobacterial members. In Maheshwari D.K.., Saraf M (eds.). Halophiles, Sustainable Development and Biodiversity. 6.(57-143). Springer International Publishing Switzerland . https://doi.org/10.1007/978-3-319-14595- 2_3. 43. Hamedi J., Mohammadipanah F and Ventosa A. (2013). Systematic and biotechnological aspects of halophilic and halotolerant actinomycetes. Extremophiles. 17.1-13. https://doi.org/13 .10.1007/s00792-012-0493-5 44. Hayakawa M. (2008). Studies on the isolation and distribution of rare actinomycetes in soil. Actinomycetologica. 22(1). 12–19. 45. Hayakawa M .and Nonomura H.(1989). A new method for the intensive isola of actinomycetes from soil. Actinomycetologica.3. 95-104 46. Hébert S et Légaré S. (2000). Suivi de la qualité des rivières et petits cours d’eau. Ministère de l’Environnement gouvernement du Québec.

72 REFERENCE BIBLIOGRAPHIQUES I

47. Heurteaux P. (1988). Mesure de la salinité des eaux naturelles en hydrologie et en hydrobiologie. Essai pour une standardisation de l'expression des résultats. Ecologia mediterranea.14(3-4). 149-166. https://doi.org/10.3406/ecmed.1988.1226 48. Hirsch C.F and Christensen D. L. (1983). Novel method for selective isolation of actinomycetes. Applied and environmental microbiology, 46(4), 925–929. 49. Hozzein W.N (2015).Biodiversity of Halophilic and Halotolerant Actinobacteria. In Maheshwari D.K.., Saraf M (eds.). Halophiles, Sustainable Development and Biodiversity. 6.(1-28). Springer International Publishing Switzerland . https://doi.org/10.1007/978-3-319-14595-2. 50. Huang S.X., Zhao L.X., Tang S.K., Jiang C.L., Duan Y., Shen B. (2009). Erythronolides H and I, new erythromycin congeners from a new halophilic actinomycete Actinopolyspora sp. YIM90600. Organic letters. 11 (6). 1353–1356. https://doi.org/10.121/ol900143j 51. Imada C . (2005). Enzyme inhibitors and other bioactive compounds from marine actinomycetes. Avtonie van Leeuwenhoek .58.59–63. 52. Jameel K.M. (2016). A new medium for the isolation and enrichment of halophilic actinobacteria. Life science journal., 13(1).65-71. 53. Jiang Y., Cao YR., Zhao LX., Tang SK., Wang Y., Li WJ., Xu P., Lou K., et al. (2011). Large numbers of new bacterial taxa found by Yunnan Institute of Microbiology. Chinese Science Bulletin. 56(8) .709–712. https://doi.org/10.1007/s11434-010-4341-7 54. .Jiang Y., Li Q., Chen X and Jiang C. (2016). Isolation and cultivation methods of Actinobacteria. In Dharumadurai D and Yi J. Actinobacteria - Basics and Biotechnological Applications (39-57). IntechOpen. https://doi.org/10.5772/61457. 55. Kaltenpoth M., Engl T. (2014). Defensive microbial symbionts in Hymenoptera. Functional Ecology. 28(2). 315–327. https://doi.org/10.1111/1365-2435.12089 56. Kapilan R. (2015) . Solid state fermentation for microbial products : A review. Archives of Applied Science Research.7 (8), 21-25. 57. Khanna M., Solanki1 R and Lal R. (2011). Selective Isolation of rare actinomycetes producing novem antimicrobial compounds. International Journal of Advanced Biotechnology and Research. 2(3).357-375

73 REFERENCE BIBLIOGRAPHIQUES I

58. Kim S.-H., Shin Y., Lee S.-H., Oh K.-B., Lee S.K., Shin, J and Oh D.-C. (2015). Salternamides A–D from a halophilic Streptomyces sp. actinobacterium. Journal of Natural Products. 78.836–843. 59. Knight V., Sanglier J.J., DiTullio D., Braccili S., Bonner P., Waters J., Hughes D and Zhang L. (2003). Diversifying microbial natural products for drug discovery. Applied microbiology and biotechnology 62(5-6).446–458. https://doi.org/10.1007/s00253-003-1381-9 60. Krishna C. (2005). Solid-state fermentation systems-an overview. Critical reviews in biotechnology. 25(1-2). 1-30. https://doi.org/10.1080/07388550590925383. 61. Kumar R.R and Jadeja V.J. (2016). Isolation of Actinomycetes: A Complete Approach. International Journal of Current Microbiology and Applied Sciences. 5(5). 606-618. http://dx.doi.org/10.20546/ijcmas.2016.505.062 62. Kurtbӧke D.İ . (2017). Ecology and habitat distribution of actinobacteria. In Wink J et al (eds.). Biology and biotechnology of actinobacteria. 124-149. Springer International Publishing. https://doi.org/10.1007/978-3-319-60339-1. 63. Law J.W.F., Letchumanan V., Tan L.T.H ., Ser H.L., Goh B.H., Lee L.H. (2020). The Rising of “Modern Actinobacteria” Era. Progress in microbes & molecular biology ., 3.(1). https://doi.org/10.3687/pmmb.a0000064. 64. Lawson P.A. (2018). The phylum Actinobacteria. In Mattarelli P et al (eds). The Bifidobacteria and Related Organisms (1-8). Elsevier. http://dx.doi.org/10.1016/B978-0-12-805060-6.00001-6. 65. Lega I. (2010). Evaluation des propriétés antibactériennes, in vitro, d’extaits de feuilles d’argemone mexicanal (Papaveraceae).Doctorat en pharmacie. Université de Ouagadougou- Burkina faso. 66. Leulmi N., Sighel D., Defant A., Khenaka K., Boulahrouf A., Mancini I. (2019). Nigericin and grisorixin methyl ester from the Algerian soil-living Streptomyces youssoufiensis SF10 strain: A computational study on their epimeric structures and evaluation of glioblastoma stem cells growth inhibition. Natural product research., 33(2). 266–273. https://doi.org/10.1080/14786419.2018.1446014. 67. Lewin G.R ., Carlos C .,Chevrette M.G ., Horn H.A .,McDonald B.R .,Stankey R.J ., Fox B.G .,Currie C.R . (2016). Evolution and Ecology of Actinobacteria

74 REFERENCE BIBLIOGRAPHIQUES I

and Their Bioenergy Applications . Annual review of Microbiology. 70. 235–54 https://doi.org/10.1146/annurev-micro-102215-095748. 68. Li Q., Chen X., Jiang Y and Jiang C. (2016). Morphological identification of actinobacteria. In Dharumadurai.D and Jiang Y(eds). Actinobacteria - Basics and Biotechnological Applications. (59-86). IntechOpen. http://dx.doi.org/10.5772/61462. 69. Loria R .,Kers J .,Joshi M. (2006). Evolution de la pathogénicité des plantes chez Streptomyces . Annual review of phytopathology. 44 .469 - 487 . https://doi.org/10.1146 /annurev.phyto.44.032905.091147 70. Maheshwari D.K., Meenu S. (2015). Halophiles :Biodiversity and Sustainable Exploitation (6). Springer International Publishing. https://doi.org/10.1007/978- 3-319-14595-2 71. Magarvey NA., Keller JM., Bernan V., Dworkin M and Sherman DH. (2004). Isolation and characterization of novel marine-derived actinomycete taxa rich in bioactive metabolites. Applied and Environmental Microbiology., 70(12):7520– 7529 72. Martínez-Medina G., Prado L.A., Ruiz H ., Ilyina A ., Martínez-Hernández J., Rodríguez-Jasso R., Hoyos-Concha J.L., Aguilar-González C. (2019). Fungal Proteases and Production of Bioactive Peptides for the Food Industry Industry . In Kuddus M (Ed.).Enzymes in Food Biotechnology :Production, Applications, and Future Prospects .(221-246) . Elsevier 73. Maskey R.P., Helmke E., Kayser O., Fiebig H.H., Maier A., Busche A.,Laatsch H. (2004). Anti-cancer and antibacterial trioxacarcins with high anti- malaria activity from a marine streptomycete and their absolute stereochemistry. The journal of antibiotics., 57(12).771–779. https://doi.org/10.7164/antibiotics.57.771. 74. Mavi M.S., Sandarman J., Chittleborough D.J., Cox J.W., Marchner. P. (2012). Sorption of dissolved organic matter in salt-affected soils: Effect of salinity, sodicity and texture. Science of the Total Environment. 435–436. 337-344. https://doi.org/10.1016/j.scitotenv2012.07.009. 75. Mohammadipanah F and Dehhaghi M. (2017). Classification and taxonomy of actinobacteria. In Wink J et al. (eds.). Biology and Biotechnology of Actinobacteria.(51-77).Springer International Publishing. https://doi.org/10.1007/978-3-319-60339-1_4.

75 REFERENCE BIBLIOGRAPHIQUES I

76. Mohammadipanah F ., Wink J. (2016). Actinobacteria from arid and desert habitats: Diversity and biological activity. Frontiers in microbiology. 6.1-10. https://doi.org/10.10.3389/fmicb.2015.01541. 77. Moldoveanu S and David V. (2015). Solvent extraction. In Modern Sample Preparation for Chromatography. (131-189). Elsevier.http://dx.doi.org/10.1016/B978-0-444-54319-6.00006-2 131. 78. Naikpatil S and Rathod J. (2011). Selective isolation and antimicrobial activity of rare actinomycetes from mangrove sediment of Karwar. Journal of Ecobiotechnology. 3(10). 79. Oh D.C., Williams P.G., Kauffman C.A., Jenen P.R., Fenical W. (2006). Cyanosporasides A and B, chloro- and cyano-cyclopental [a] indene glycosides

from the marine actinomycete ‶ Salinispora pacifica″. Organic letters.,

8(6).1021-1024. https://doi.org/10.1021/ol052686b. 80. Okami Y., Okazaki T., Kitahara T., Umezawa H. (1976). Studies on marine microorganisms. V. A new antibiotic, aplasmomycin, produced by a streptomycete isolated from shallow sea mud. The journal of antibioicst. 29.1019–1025 81. Oren A. (2013 a). Life at high salt concentrations. In E. Rosenberg et al. (eds.), The Prokaryotes – Prokaryotic Communities and Ecophysiology. Springer-Verlag Berlin Heidelberg. 263-282. https://doi.org/10.1007/978-3-642-30123-0_57. 82. Oren A. (2013 b). Life at high salt concentrations, intracellular KCl concentrations, and acidic proteomes. Mini review article. 4.1-6. https://doi.org/10.3389/fmicb.2013.00315 83. Pan E., Jamison M., Yousufuddin M., MacMillan J.B., (2012). Ammosamide D, an oxidatively ring opened ammosamide analog from a marine- derived Streptomyces variabilis. Organic letters., 14(9) .2390–2393. 84. Pandey A. (2003). Solid-state fermentation. Biochemical engineering journal. 13 (2-3) 81–84. https://doi.org/10.1016/S1369-703x(02)00121-3. 85. Pandey B., Ghimire P and Agrawa V.P. (2004). Studies on the antibacterial activity of the Actinomycetes isolated from the Khumbu Region of Nepal.Journal of biological sciences. 23.44-55 86. Pansu M., Gautheyrou J., Loyer J.Y. (1998). L’analyse du sol, échantillonnage instrumentation et contrôle .Edition Masson .

76 REFERENCE BIBLIOGRAPHIQUES I

87. Paul E.A. (2007). Soil microbiology, ecology, and biochemistry 3rd ed. Academic press, San Diego. https://doi.org/10.1016/C2009-0-02816-5. 88. Pellet M et Laville- Timsit L. (1993). Échantillonnage des sols pour caractérisation d’une pollution : Guide Méthodologique. Ministère de l’environnement, direction de l’eau. France 89. Polsinelli., M and Mazza P.G. (1984). Use of membrane filters for selective isolation of actinomycetes from soil. FEMS Microbiology Letters 22 (2) 79-83 90. Porter J.N., Wilhelm J.J and Tresner H.D. (1960). Method for the preferential isolation of Actinomycetes from Soils.Applied microbiology. 8(3).174-178. 91. -Poole K. (2012). Bacterial stress responses as determinants of antimicrobial resistance.The journal of antimicrobial chemotherapy ., 67(9).2069–2089. http://dx.doi.org/10.10933/jac/dks 196. 92. Puttaswamygowda G.H., Olakkaran S., Antony A., Purayil A.K. (2019). Present Status and Future Perspectives of Marine Actinobacterial Metabolites. In Buddolla V (eds).4 Recent Developments in Applied Microbiology and Biochemistry. (307-319). Academic press. https://doi.org/10.1016/B978-0-12- 816328-3.00022-2 93. Qin S., Li W.J., Dastager S.G and Hozzein W.N. (2016). Actinobacteria in special and extreme habitats : Diversity, function roles and environemental adaptations. Lausanne: Frontiers Media. https://doi.org/10.3389/978-2-88945- 013-8. 94. Reggam A., Bouchelaghem H., Houhamdi M. (2015). Qualité Physico- Chimique des Eaux de l’Oued Seybouse (Nord-Est de l’Algérie): Caractérisation et Analyse en Composantes. Journal of materiels and environmental Science. 6 (5). 1417-1425 95. Reghioua S., Boughachiche F., Zerizer H., Oulmi L., Kitouni M., Boudemagh A et Boulahrouf A. (2006). Activité antibactérienne d’actinomycètes rares isolés d’échantillons de sol aride du Sud-est Algérien. Elsevier.8: 147-15. 96. Rios J.L., Recio M.C and Villaw.A. (1988). Screeing methods for natural products with antimicrobial activity : a review of the literature. Journul of EthnophaImacology., 23 .127- 14. 97. Saker R. (2015). Recherche de nouveaux taxons d’actinobactéries halophiles des sols sahariens et potentialités antagonistes. Thèse de doctorat. Université Ferhat Abbas –Sétif.

77 REFERENCE BIBLIOGRAPHIQUES I

98. Sapkota A., Thapa A., Budhathoki A., Sainju M., Shrestha P and Arya S. (2020).Isolation, characterization, and screening of antimicrobial-producing actinomycetes from soil samples.International journal of microbiology .1-7. https://doi.org/10.1155/2020/2716584. 99. Sayed A.M., Hassan M,. Alhadrami H.A., Hassan H.M., Goodfellow M and Rateb M.E.(2019). Extreme environments: microbiology leading to specialized metabolites. Journal of Applied Microbiology. 1364-5072. https://doi.org/10.1111/jam.14386. 100. Seck E., Dufour J.C., Raoult D and Lagier J.C. (2018). Halophilic & halotolerant prokaryotes in humans. Future Microbiology. 13(7).799–812. https://doi.org/ 79910.2217/fmb-2017-0237. 101. Shivabai C and Gutte S. (2019). Isolation of actinomycetes from soil sample using different ptetreatment methods and its comparative study. International journal of research and analytical reviews.6(2).697-702. 102. Simonart P. (1975). Symposium sur les Méthodes d’étude microbiologique du Sol .Bulletin de la Société Belge de Pédologie 103. Singh L S., Baruah I., Bora T C .(2006). Actinomycetes of Loktak habitat: isolation and screening for antimicrobial activities. Biotechnology. 5(2):217–221 104. Singhania R., Patel A., Thomas L., Goswami M., Giri B and Pandey A. (2015). Industrial Enzymes . In Pandey et al, Industrial Biorefineries and White Biotechnology.

105. Site 1 : Parte A.C., Sardà Carbasse J., Meier-Kolthoff J.P., Reimer L.C. and Göker M. (2020). List of Prokaryotic names with Standing in Nomenclature (LPSN) moves to the DSMZ. International Journal of Systematic and Evolutionary Microbiology, accepted for publication; https://doi.org/10.1099/ijem.0.0043322, consulter le 07/08/2020

106. Site 2 :« Méthodes de prélèvement, de conservation et d’analyse des échantillons relatifs à l’évaluation de la qualité de l’eau des piscines et autres bassins artificiels».Centre d’expertise en analyse environnementale du Québec. Édition : 20-06- 2007, Mis à jour : 10-09-2009

107. Site 3 : « Protocole d’echantillonnage d’eau potable ». laboratoire Environex, Mis à jour : le 17-10-2017

78 REFERENCE BIBLIOGRAPHIQUES I

108. Soccol C.R ., Ferreira da Costa E.S ., Letti L.A.J ., Grace Karp S., Woiciechowski A.L and Porto de Souza Vandenberghe L. (2017). Recent developments and innovations in solid state fermentation. Biotechnology Research and Innovation., 1, 52-71 https://doi.org/10.1016/j.biori.2017.01.002. 109. Sonya HM and Galal AM. (2005). Identification and antiviral activities of some halotolerant streptomycetes isolated from Qaroon Lake. Int ernatinal journal of agriculture and biology .7(5).747–753. 110. Subhashini D.V. (2018). Rapid technique for selective isolation of actinomycetes from soil. Advances in plants & agriculture research. 8(6):569‒571. a. https://doi.org/10.15406/apar.2018.08.00387. 111. Schumacher A., Vranken T., Malhotra A., Arts J. J. C and Habibovic P. (2018). In vitro antimicrobial susceptibility testing methods: agardilution to 3D tissue-engineered models. Eur J Clin Microbiol Infect Dis. 37.187–208. http://dx.doi.org/10.1007/s10096-017-3089-2. 112. Tan L., Wang F., Liang M., Wang X., Das R., Mao D., Luo Y. (2019). Antibioticresistance genes attenuated with salt accumulation in saline soil. Journal of Hazardous Materials. 374. 35-42. https://doi.org/10.1016/j.jhazmat.2019.04.020 113. Tang S.K ., Li W.J ., Dong W ., Zhang G.Y., Xu L.H ., Jiang C.L . (2003). Studies of the biological characteristics of some halophilic and halotolerant actinomycetes isolated from saline and alkaline soils. J-Stage 17(1). 6-10 . http://doi.org/10.3209/saj.17.6. 114. Tapia J.C., Chambers A.H., Parry R.J., Loria R. (2010). Sys scabies 87-22 contains a coronafacic acid-like biosynthetic cluster that contributes to plant- microbe interactions. Molecular plant-microbe interactions., 23(2).161–175. https://doi.org/10.1094/mpmi-23-2-0161 115. Tenover F.C. (2009). Antibiotic susceptibility testing. Encyclopedia of microbiology (third edition). Oxford, Academic press. 67-77. http://doi.org/10.1016/b978-012373944-5.00239-x.

116. Tiwari K and Gupta R.K. (2013). Diversity and isolation of rare actinomycetes : an overiew. Critical reviews in microbiology., 39(3). 256–294. http://dx.doi.org/10.3109/1040841x.2012.709819.

79 REFERENCE BIBLIOGRAPHIQUES I

117. Thomas G.W. (1996). Soil pH and Soil Acidity. In Sparks D.L.Methods of Soil Analysis. Part 3. Chemical Methods. (475-490) .Soil science scociety of America.USA. 118. Todd D.B. (2014). Solvent extraction.In Henry C et al (eds). Fermentation and biochemical engineering Handbook 3ed. (225-238). Elsevier, Oxford. http://doi.org/10.1016/B978-1-4557-2553-3.00012-X. 119. Touhtouh D., Moujahid Y., El Faleh E.M., EL Halimi R.E.,(2014). Caractérisations physicochimiques de trios types de sols du Sais, Maroc (Physicochemical characterizations of three types of soils of Sais, Morocco. Journal of materiels and environmental Science.5 (5).1524-1534 114. Trujillo M.E .(2016). Actinobacteria. John Wiley & Sons. https://doi.org/10.1002/9780470015902.a0020366.pub2 115.Ul-Hassan A et Wellington E.M. (2009). Actinobacteria .Encyclopedia of Microbiology 3.25-44 https://doi.org/10.1016/B978-012373944-5.00044-4. 116.van Bergeijk D. A ., Terlouw B.R., Medema M.H and van Wezel G.P. (2020).Ecology and genomics of Actinobacteria: new concepts for natural product discovery. Nature reviews. Microbiology. https://doi.org/10.1038/s41579-020- 0379-y. 117.van der Meij A ., Worsley S.F ., Hutchings M.I ., van Wezel G.P . ( 2017). Chemical ecology of antibiotic production by actinomycetes . FEMS Microbiology Reviews.41(3), 392–416. https://doi.org/10.1093/femsre/fux005 118.van Keulen G., Jonkers H.M ., Claessen D., Dijkhuizen L., Wösten HAB. (2003). Differentiation and anaerobiosis in standing liquid cultures of Streptomyces coelicolor. Journal of bacteriology. 185(4).1455–1458. http://dx.doi.org/10.1128/jb.185.4.1455-1458.2003. 119.Vastrad B.M and Neelagun S.E. (2012). Optimization of process parameters for rifamycin B production under solid state fermentation from amycolatopsis mediterranean MTCC 14. International journal of current pharmaceutical research .4(2). 101-108. 120.Ventosa A., Sánchez-Porro C., Martín S and Mellado E .(2005) . Halophilic archaea and bacteria as a source of extracellular hydrolytic enzymes. In. Gunde- Cimerman A, Oren A, Plemenitas A (eds) Adaptation of life at high salt concentrations in archaea, bacteria and eukarya (337–354). Springer, Heidelberg.

80 REFERENCE BIBLIOGRAPHIQUES I

121.Williams L., Stapleton F., Carnt N. (2019). Microbiology,lens care and maintenance In Contact Lenses (16).65-96. https://doi.org/10.1016/B978-0-7020- 7168-3.00004-0 122.Williams S.T and Davies F. L. (1965). Use of Antibiotics for Selective Isolation and enumeration of Actinomycetes in Soil. Microbiology. 38(2).251-261 123.Williston E.H., Zia-Walrath P and Youmans G.P. (1947). Plate methods for testing antibiotic of actiomyetes against virulent humain type Tubercle bacilli. Journal of bacteriology. 54(5). 563-568. 124.Wink J., Mohammadipanah F., Hamedi J. (2017). Biology and Biotechnology of Actinobacteria. Springer International Publishing http://dx.doi.org/10.1007/978-3-319-60339-1

125.Yadav A.N ., Verma P .,Kumar S .,Kumar V. ,Kumar M .,Sugitha T.C.K .,Singh P.B .,Saxena A.K et al . ( 2018). Actinobacteria from Rhizosphere: Molecular Diversity, Distributions, and Potential Biotechnological Applications.In Singh B.P et al (eds). New and future developments in microbial biotechnology and bioengeneering. Elsevier science.(13-41) https://doi.org/10.1016/b978-0-444-63994-3.00002-3

126.Zenova G.M ., Oborotov G.V .,Norovsuren Z., Fedotova A.V .,Yakovleva L.V. (2007) . Halophilic and alkaliphilic Streptomycetes in salt-affected oils. Eurasian Soil Science .40.1203-1207. http://doi.org/10.1134/S1064229307110087

127.Zhang L. (2005). Integrated approaches for discovering novel drugs from microbial natural product. In Zhang L and Demain A.L. Natural products: drug discovery and therapeutic medicine.(33-55). Humana Press. https://doi.org/10.1007/978-1-59259-976-9-2. 128.Zvyagintsev D.G., Zenova G.M., Doroshenko E.A. Gryadunova T. A. ,Gracheva and Sudnitsyn I. I. (2007). Actinomycete growth in conditions of low moisture. Biology bulletin of the rusian academy of sciences .34. 242–247. https://doi.org/10.1134/S1062359007030053.

81

Références bibliographiques II

REFRENCES BIBLIOGRAPHIQUES II

1. Al-Tai A.M and Ruan J.S.(1994). Nocardiopsis halophila sp. nov., a new halophilic actinomycete isolated from soil. International Journal of Systematic bacteriology. 44(3).474-478 2. Al-Zarban S.S., Al-Musallam A.A., Abbas I., Stackebrandt E and Kroppenstedt M.R. (2002a). Saccharomonospora halophila sp. nov., a novel halophilic actinomycete isolated from marsh soil in Kuwait. International Journal of Systematic and Evolutionary Microbiology. 52.555–558. https://doi.org/ 10.1099/ijs.0.01894-0 3. Al-Zarban S.S., Abbas I., Al-Musallam A.A., Steiner U., Stackebrandt E and Kroppensted R.M. (2002b). Nocardiopsis halotolerans sp. nov., isolated from salt marsh soil in Kuwait. International Journal of Systematic and Evolutionary Microbiology. 52. 525–529. https://doi.org/10.1099/ijs.0.01658-0 4. Ara I ., Daram D ., Baljinova T ., Yamamura H ., Hozzein W.N ., Bakir M.A ., M. Suto M and Ando K .(2013)., Isolation, classification, phylogenetic analysis and scanning electron microscopy of halophilic, halotolerant and alkaliphilic actinomycetes isolated from hypersaline soil . African Journal of Microbiology Research. 7(4).298 308. https://doi.org/10.5897/ajmr12.498. 5. Ballv S., Kerkar S., Thomas S and Augustin N. (2015). Halophilic and halotolerant actinomycetes from a marine saltern of Goa, India producing anti-bacteriametabolites. Journal of bioscience and bioengineering. 119(3).323-330. 6. Cai M., Tang S.K., Chen Y.G., Li Y., Zhang Y.Q and Li W.J. (2009). Streptomonospora amylolytica sp. nov. and Streptomonospora flavalba sp. nov., two novel halophilic actinomycetes isolated from a salt lake. International Journal of Systematic and Evolutionary Microbiology., 59(10), 2471–2475. https://doi.org/10.1099/ijs.0.007682-0 7. Cai, M., Zhi, X.Y., Tang, S. K., Zhang, Y. Q., Xu, L.H and Li, W.J. (2008). Streptomonospora halophila sp. nov., a halophilic actinomycete isolated from a hypersaline soil. . International Journal of Systematic and Evolutionary Microbiolog., 58(7), 1556–1560. https://doi.org/10.1099/ijs.0.65513-0 8. Carro L., Pukall R., Spröer C., Kroppenstedt R.M and Trujillo M. E. (2013). Micromonospora halotolerans sp. nov., isolated from the rhizosphere of a Pisum sativum plant. Antonie van Leeuwenhoek, 103(6), 1245–1254. https://doi.org/10.1007/s10482-013-9903-7

83 REFRENCES BIBLIOGRAPHIQUES II

9. Chang X., Liu W and Zhang X. H. (2011). Spinactinospora alkalitolerans gen. nov., sp. nov., an actinomycete isolated from marine sediment. International Journal of Systematic and Evolutionary Microbiolog. 61(12).2805–2810. https://doi.org/10.1099/ijs.0.027383-0 10. Chang X., Liu W and Zhang X. H. (2012). Salinactinospora qingdaonensis gen. nov., sp. nov., a halophilic actinomycete isolated from a salt pond. International Journal of Systematic and Evolutionary Microbiology. 62(4).954–959. https://doi.org/10.1099/ijs.0.031088-0 11. Chen Y. G., Cui X. L., Kroppenstedt R. M., Stackebrandt E., Wen M. L., Xu L. H and Jiang C. L. (2008). Nocardiopsis quinghaiensis sp. nov., isolated from saline soil in China. . International Journal of Systematic and Evolutionary Microbiology. 58(3).699-705. https://doi.org/10.1099/ijs.0.65441-0 12. Chen Y.G., Tang S.K ., Zhang Y.Q., Liu Z.X .,Chen Q.H ., He J., Cui X.L and Li W.J. (2010). Zhihengliuella salsuginis sp. nov., a moderately halophilic actinobacterium from a subterranean brine. Extremophiles:life under extreme conditions. 14.397-402. https://doi.org/10.1007/s00792-010-0317-4. 13. Chen Y.G ., Zhang Y.Q., Tang S.K ., Liu Z.X., Xu L.H ., Zhang L.X and Li W.J . (2010a) . Nocardiopsis terrae sp. nov., a halophilic actinomycete isolated from saline soil. Antonie van Leeuwenhoek. 98.31–38. https://doi.org/10.1007/s10482-010-9425-5. 14. Chun J., Bae K.S., Moon E .Y ., Jung S.O ., Lee H.K and Kim S.J. (2000). Nocardiopsis kunsanensis sp. nov., a moderately halophilic actinomycete isolated from a saltern. Iternational Journal of Systematic and Evolutionary Microbiology. 50.1909– 1913. https://doi.org/10.1099/00207713-50-5-1909 15. Cui L.H ., Mao H.P., Zeng M ., Li W.J ., Zhang L.P ., Xu L.H and Jian C.L. (2001). Streptimonospora salina gen. nov., sp. nov., a new member of the family Nocardiopsaceae. International Journal of Systematic and Evolutionary Microbiology . 51.357–36. 16. Dastager S.G., Lee J.C., Ju Y.J., Park D.J and Kim C.J.(2008). Nocardioides halotolerans sp. nov., isolated from soil on Bigeum Island, Korea. Systymatic and Applied Microbiology. 31(1):24-29. https://doi.org/10.1016/j.syapm.2007.10.003. 17. Dastager S. G., Lee J. C., Ju Y. J., Park D. J and Kim C. J. (2008a). Nocardioides tritolerans sp. nov., Isolated from soil in Bigeum Island, Korea. Journal of microbiology and Biotechnology. 18(7).1203-1206.

84 REFRENCES BIBLIOGRAPHIQUES II

18. -Dastager S. G., Tang S. K., Cai M., Zhi, X. Y., Agasar, D., Lee J. C., Kim C. J., Jiang C. L., Xu L. H., and Li W. J. (2008b). Saccharomonospora saliphila sp. nov., a halophilic actinomycete from an Indian soil. Iternational Journal of Systematic and Evolutionary Microbiology. 58(3).570-573. https://doi.org/10.1099/ijs.0.65449-0.

19. Delgado O., Quillaguama ´n J., Bakhtiar S., Mattiasson B., Gessesse A and Hatti- Kaul R. (2006). Nesterenkonia aethiopica sp. nov., an alkaliphilic, moderate halophile isolated from an Ethiopian soda lake. Iternational Journal of Systematic and Evolutionary Microbiology. 56. 1229–1232. https://doi.org/10.1099/ijs.0.63633-0. 20. Djaballah C.E., Kitouni M., Raoult D and Khelaifia S. (2017). Streptomyces massilialgeriensis sp. nov., a new bacterial species isolated from an extremely saline soil collected from the dry lake of Ank el Djamel in Algeria. New microbes and new infections. 21.18–19. https://doi.org/10.1016/j.nmni.2017.10.003 21. Gochnauer M.B., Leppard G.G., Komaratat P., Kates M., Novitsky T and Kushner D.J. (1975). Isolation and characterization of Actinopolyspora halophila, gen. et sp. nov., an extremely halophilic actinomycete. Canadian Journal Microbiology. 21(10).1500-1511. https://doi.org/10.1139/m75-222. 22. Govender L., Naidoo L and Setati M.E.(2013). Nesterenkonia suensis sp. nov., a haloalkaliphilic actinobacterium isolated from a salt pan. International journal of systymatic and evolutionary microbiology. 63(1).41-46. https://doi.org/10.1099/ijs.0.035006-0 23. Gu Q., Pasciak M., Luo H., Gamian A., Liu Z and Huang Y. (2007). Ruania albidiflava gen. nov., sp. nov., a novel member of the suborder Micrococcineae. International journal of systematic and evolutionary microbiology. 57(4).809–814. https://doi.org/10.1099/ijs.0.64635-0 24. Guan T.W., Liu Y., Zhao K., Xia Z.F., Zhang X.P and Zhang L.L. (2010). Actinopolyspora xinjiangensis sp. nov., a novel exteremely halophilic actinomycete isolated from a salt lake in Xinjiang, China. Antonie van Leeuwenhoek. 98(4).447–453. https://doi.org/10.1007/s10482-010-9458 25. Guan T.W., Tang S.K., Wu J.Y., Zhi X.Y., Xu L.H., Zhang L.L and Li W.J. (2009). Haloglycomyces albus gen. nov., sp. nov., a halophilic, filamentous actinomycete of the family Glycomycetaceae. International journal of systematic and evolutionary microbiology. 59(6).1297–1301. https://doi.org/10.1099/ijs.0.006270-0

85 REFRENCES BIBLIOGRAPHIQUES II

26. Guan T.W., Wei B., Zhang Y., Xia Z.F., Che Z M., Chen X.G and Zhang L.L. (2013). Actinopolyspora lacussalsi sp. nov., an extremely halophilic actinomycete isolated from a salt lake. International journal of systematic and evolutionary microbiology. 63(8).3009-3013. https://doi.org/10.1099/ijs.0.047167-0 27. Guan T.W., Wu N., Xia Z.F., Ruan J.S., Zhang X.P., Huang Y and Zhang L.L. (2011). Saccharopolyspora lacisalsi sp. nov., a novel halophilic actinomycete isolated from a salt lake in Xinjiang, China. Extremophiles : life under extreme conditions. 15(3). 373–378. https://doi.org/10.1007/s00792-011-0369-0 28. Guan T.W., Xia Z.F., Tang S.K., Wu N., Chen Z.J., Huang Y., Ruan J.S., Li W.J and Zhang L.L. (2012). Amycolatopsis salitolerans sp. nov., a filamentous actinomycete isolated from a hypersaline habitat. International journal of systematic and evolutionary microbiology. 62(1). 23–27. https://doi.org/10.1099/ijs.0.030031-0 29. Guan T.W., Xia Z.F., Xiao J., Wu N., Chen Z.J., Zhang L.L and Zhang X.P. (2011). Glycomyces halotolerans sp. nov., a novel actinomycete isolated from a hypersaline habitat in Xinjiang, China. Antonie van Leeuwenhoek. 100(1).137–143. https://doi.org/10.1007/s10482-011-9574-1 30. Guan T.W., Zhao H.P., Che Z.M., Zhang X.P and Zhang L.L., (2013). Actinopolyspora dayingensis sp. nov., a novel halophilic actinomycete isolated from a hypersaline lake. Antonie van Leeuwenhoek. 104(5).787–792. https://doi.org/10.1007/s10482-013-9988-z 31. Han X.X., Luo X.X and Zhang L.L., (2014). Glycomyces fuscus sp. nov. and Glycomyces albus sp. nov., actinomycetes isolated from a hypersaline habitat. International journal of systematic and evolutionary microbiology. 64(7). 2437–2441. https://doi.org/10.1099/ijs.0.061788-0 32. He J., Xu Y., Sahu M.K., Tian X.P., Nie G.X., Xie Q., Zhang S., Sivakumar K and Li W.J. (2012). Actinomadura sediminis sp. nov., a marine actinomycete isolated from mangrove sediment. International journal of systematic and evolutionary microbiology. 62(5).1110–1116. https://doi.org/10.1099/ijs.0.032979-0 33. Hozzein.W and Goodfellow.M. (2011). Actinopolyspora egyptensis sp. nov., a new halophilic actinomycete. African journal of microbiology research. 5(2).100- 105. https://doi.org/10.5897/ajmr10.667 34. Jameel Kiki. (2016). A new medium for the isolation and enrichment of halophilic actinobacteria. Life science journal., 13(1).65-71.

86 REFRENCES BIBLIOGRAPHIQUES II

35. Ji Y., Chunyu W.X., Li E.Y., Ding Z.G., Yin M., Zhao Y.R., Wang Y and Tang S.K. (2018). Phytoactinopolyspora halotolerans sp. nov., a halotolerant actinobacterium isolated from a saline soil in Xinjiang, northwest of China. Antonie van Leeuwenhoek. 111(1). 27–34. https://doi.org/10.1007/s10482-017-0923-6 36. Kämpfer P., Busse H.J and Rainey F.A. (2002). Nocardiopsis compostus sp. nov. from the atmosphere of a composting facility. International journal of systematic and evolutionary microbiology. 52(2). 621–627. https://doi.org/10.1099/00207713-52-2- 621 37. Kim S.B., Nedashkovskaya O.I., Mikhailov V.V., Han S.K., Kim K.O., Rhee M.S and Bae K.S. (2004). Kocuria marina sp. nov., a novel actinobacterium isolated from marine sediment. International journal of systematic and evolutionary microbiology. 54(5).1617–1620. https://doi.org/10.1099/ijs.0.02742-0 38. Kim S.H., Yang H.O., Sohn Y.C and Kwon H.C. (2010). Aeromicrobium halocynthiae sp. nov., a taurocholic acid-producing bacterium isolated from the marine ascidian Halocynthia roretzi. International journal of systematic and evolutionary microbiology. 60(12). 2793–2798. https://doi.org/10.1099/ijs.0.016618-0 39. Kokare C., Mahadik K., Kadam S., and Chopade B. (2004). Isolation, characterization and antimicrobial activity of marine halophilic Actinopolyspora species AH1 from the west coast of India. Current Science, 86(4). 593-597.from www.jstor.org/stable/24107917 40. Lawson P.A. , Collins M.D., Schumann P., Tindali B.J., Hirsch P and Labren M. (2000). New LL-diaminopimelic Acid-containing Actinomycetes from Hypersaline, Heliothermal and Meromictic Antarctic Ekho Lake: Nocardioides aquaticus sp. nov. and Friedmannielly lacustris sp. Nov. Systematic and applied microbiology. 23(3). 219-229. 41. Lee S.D. (2006). Amycolatopsis jejuensis sp. nov. and Amycolatopsis halotolerans sp. nov., novel actinomycetes isolated from a natural cave. International journal of systematic and evolutionary microbiology. 56(3).549–553. https://doi.org/10.1099/ijs.0.63881-0 42. Li M.G., Li W.J., Xu P., Cui X.L., Xu L.H and Jiang C.L. (2003d). Nocardiopsis xinjiangensis sp. nov., a halophilic actinomycete isolated from a saline soil sample in China. International journal of systematic and evolutionary microbiology. 53(1).317– 321. https://doi.org/10.1099/ijs.0.02055-0.

87 REFRENCES BIBLIOGRAPHIQUES II

43. Li W. J., Chen H. H., Kim C. J., Park D. J., Tang S. K., Lee J. C., Xu L. H and Jiang C. L. (2005). Microbacterium halotolerans sp. nov., isolated from a saline soil in the west of China. International journal of systematic and evolutionary microbiology. 55(1).67-70. https://doi.org/10.1099/ijs.0.63239-0. 44. Li W.J., Chen H.H., Kim C.J., Zhang Y.Q., Park D.J., Lee J.C., Xu L.H and Jiang C.L. (2005a). Nesterenkonia sandarakina sp. nov. and Nesterenkonia lutea sp. nov., novel actinobacteria, and emended description of the genus Nesterenkonia. International Journal of Systematic and Evolutionary Microbiology. 55.463–466. https://doi.org/10.1099/ijs.0.63281-0. 45. Li W.J., Chen H.H., Xu P., Zhang Y.Q., Schumann P., Tang S.K., Xu L.H and Jiang C.L. (2004). Yania halotolerans gen. nov., sp. nov., a novel member of the suborder Micrococcineae from saline soil in China. International journal of systematic and evolutionary microbiology. 54(2). 525–531. https://doi.org/10.1099/ijs.0.02875-0 46. Li W.J., Chen H.H., Zhang Y.Q., Schumann P., Stackebrandt E., Xu L.H and Jiang C. L. (2004a). Nesterenkonia halotolerans sp. nov. and Nesterenkonia xinjiangensis sp. nov., actinobacteria from saline soils in the west of China. International journal of systematic and evolutionary microbiology. 54(3).837– 841. https://doi.org/10.1099/ijs.0.02935-0 47. -Li W.J., Kroppenstedt R.M., Wang D., Tang S.K., Lee J.C., Park D.J., Kim C.J., Xu L.H and Jiang C.L. (2006). Five novel species of the genus Nocardiopsis isolated from hypersaline soils and emended description of Nocardiopsis salina Li et al. 2004. International journal of systematic and evolutionary microbiology. 56( 5).1089– 1096. https://doi.org/10.1099/ijs.0.64033-0 48. Li W. J., Park D. J., Tang S. K., Wang D., Lee J. C., Xu L. H., Kim, C. J and Jiang C. L. (2004 b). Nocardiopsis salina sp. nov., a novel halophilic actinomycete isolated from saline soil in China. International journal of systematic and evolutionary microbiology. (5).1805-1809. https://doi.org/10.1099/ijs.0.63127-0. 49. Li W.J., Schumann P., Zhang Y.Q., Xu P., Chen G.Z ., Xu L.H., Stackebrandt E and Jiang C.L. (2005b). Proposal of Yaniaceae fam. nov. and Yania flava sp. nov. and emended description of the genus Yania. International journal of systematic and evolutionary microbiology. 55. 1933–1938. https://doi.org /10.1099/ijs.0.63594-0 50. Li W.J., Tang S.K., Stackebrandt E., Kroppenstedt R.M ., Schumann P., Xu L.H and Jiang C.L., (2003a). Saccharomonospora paurometabolica sp. nov., a moderately halophilic actinomycete isolated from soil in China. International journal of systematic

88 REFRENCES BIBLIOGRAPHIQUES II

and evolutionary microbiology. 53(5).1591–1594. https://doi.org/10.1099/ijs.0.02633- 0. 51. Li W.J., Xu P., Tang S.K., Xu L.H., Kroppenstedt R.M., Stackebrandt E and Jiang C.L. (2003b). Prauserella halophila sp. nov. and Prauserella alba sp. nov., moderately halophilic actinomycetes from saline soil. International journal of systematic and evolutionary microbiology. 53(5).1545–1549. https://doi.org/10.1099/ijs.0.02611-0. 52. Li W.J., Xu P., Zhang L.P., Tang S.K., Cui X.L., Mao P.H., Xu L.H., Schumann P., Stackebrandt E and Jiang C.L. (2003c). Streptomonospora alba sp. nov., a novel halophilic actinomycete, and emended description of the genus Streptomonospora Cui et al. 2001. International journal of systematic and evolutionary microbiology. 53(5).1421–1425. https://doi.org/10.1099/ijs.0.02543-0. 53. Li W.J., Zhang Y.Q., Schumann P., Chen H.H., Hozzein W.N., Tian X.P., Xu L.H and Jiang C.L., (2006a). Kocuria aegyptia sp. nov., a novel actinobacterium isolated from a saline, alkaline desert soil in Egypt. International journal of systematic and evolutionary microbiology. 56(4).733–737. https://doi.org/10.1099/ijs.0.63876-0 54. Li W. J., Zhang Y. Q., Schumann P., Liu H.Y., Yu L.Y., Zhang Y.Q ., Stackebrandt E., Xu L.H and Jiang C.L. (2008). Nesterenkonia halophila sp. nov., a moderately halophilic, alkalitolerant actinobacterium isolated from a saline soil. International journal of systematic and evolutionary microbiology. 58(6). 1359– 1363. https://doi.org/10.1099/ijs.0.64226-0 55. Li Y., Tang S.K., Chen Y.G., Wu J.Y., Zhi X.Y., Zhang Y.Q and Li W.J. (2009) Prauserella salsuginis sp. nov., Prauserella flava sp. nov., Prauserella aidingensis sp. nov. and Prauserella sediminis sp. nov., isolated from a salt lake. International journal of systematic and evolutionary microbiology. 59(12). 2923– 2928.https://doi.org/10.1099/ijs.0.011122-0 56. Luo H.Y, Miao L.H, Fang, C, Yang P.L, Wang Y.R, Shi P.J, Yao B and Fan Y.L. (2008) Nesterenkonia flava sp. nov., isolated from paper-mill effluent. International journal of systematic and evolutionary microbiology. 58(8).1927–1930. https://doi.org/10.1099/ijs.0.65618-0 57. Lv L.L, Zhang,Y.F, Xia Z.F, Zhang J.J and Zhang L.L. (2014). Saccharopolyspora halotolerans sp. nov., a halophilic actinomycete isolated from a hypersaline lake. International journal of systematic and evolutionary microbiology., 64(10). 3532–3537. https://doi.org/10.1099/ijs.0.063792-0

89 REFRENCES BIBLIOGRAPHIQUES II

58. Lv L.L., Zhang Y.F and Zhang L.L. (2015). Glycomyces tarimensis sp. nov., an actinomycete isolated from a saline-alkali habitat. International journal of systematic and evolutionary microbiology. 65(5). 1587–1591. https://doi.org/10.1099/ijs.0.000143 59. Machin E.V., Asem M.D., Salam N., Iriarte A., Langleib M., Li W.J and Menes R.J. (2019). Nesterenkonia natronophila sp. nov., an alkaliphilic actinobacterium isolated from a soda lake, and emended description of the genus Nesterenkonia. International journal of systematic and evolutionary microbiology., 69(7). 1960–1966. https://doi.org/10.1099/ijsem.0.003409 60. -Magarvey N.A., Keller J.M., Bernan V., Dworkin M and Sherman D.H. (2004) Isolation and Characterization of Novel Marine-Derived Actinomycete Taxa Rich in Bioactive Metabolite. Applied and environmental microbiology., 70 (12). 7520–752. https://doi.org/10.1128/aem.7012.752075292004. 61. Meklat A., Bouras N., Riba A., Zitouni A., Mathieu F., Rohde M., Schumann P., Spröer C., Klenk H.P and Sabao N. (2014). Streptomonospora algeriensis sp. nov., a halophilic actinomycete isolated from soil in Algeria. Antonie van Leeuwenhoek., 106(2). 287–292. https://doi.org/10.1007/s10482-014-0195-3 62. Meklat A., Bouras N., Zitouni A., Mathieu F., Lebrihi A., Schumann P., Spröer C., Klenk H.P and Sabaou N. (2012). Actinopolyspora algeriensis sp. nov., a novel halophilic actinomycete isolated from a Saharan soil. Extremophiles : life under extreme conditions, 16(5). 771–776. https://doi.org/10.1007/s00792-012-0473-9 63. Meklat A., Bouras N., Zitouni A., Mathieu F., Lebrihi A., Schumann P., Spröer C., Klenk H.P and Sabaou N. (2013). Actinopolyspora mzabensis sp. nov., a halophilic actinomycete isolated from an Algerian Saharan soil. International journal of systematic and evolutionary microbiology., 63(10). 3787–3792. https://doi.org/10.1099/ijs.0.046649-0 64. -Meklat A., Bouras N., Zitouni A., Mathieu F., Lebrihi A., Schumann P., Spröer C., Klenk H.P and Sabaou N. (2013a). Actinopolyspora righensis sp. nov., a novel halophilic actinomycete isolated from Saharan soil in Algeria. Antonie van Leeuwenhoek, 104(3). 301–307. https://doi.org/10.1007/s10482-013-9948-7 65. Meklat A., Bouras N., Zitouni A., Mathieu F., Lebrihi A., Schumann P., Spröer C., Klenk H.P and Sabaou N. (2013b). Actinopolyspora saharensis sp. nov., a novel halophilic actinomycete isolated from a Saharan soil of Algeria. Antonie van Leeuwenhoek, 103(4). 771–776. https://doi.org/10.1007/s10482-012-9859-z

90 REFRENCES BIBLIOGRAPHIQUES II

66. Ray L., Suar M., Pattnaik A.K and Raina V. (2013 ). Streptomyces chilikensis sp. nov., a halophilic streptomycete isolated from brackish water sediment. International journal of systematic and evolutionary microbiology., 63( 8). 2757–2764. https://doi.org/10.1099/ijs.0.046284-0 67. Rusznyák A., Tóth E.M., Schumann P., Spröer C., Makk J., Szabó G., Vladár P., Márialigeti K and Borsodi A.K. (2011). Cellulomonas phragmiteti sp. nov., a cellulolytic bacterium isolated from reed (Phragmites australis) periphyton in a shallow soda pond. International journal of systematic and evolutionary microbiology., 61(7). 1662–1666. https://doi.org/10.1099/ijs.0.022608-0 68. Saha S., Dhanasekaran D., Shanmugapriya S and Latha S. (2013). Nocardiopsis sp. SD5: a potent feather degrading rare actinobacterium isolated from feather waste in Tamil Nadu, India. Journal of basic microbiology., 53(7). 608–616. https://doi.org/10.1002/jobm.201200105 69. Saker R., Bouras N., Meklat A., Zitouni A., Schumann P., Spröer C., Sabaou N and Klenk H.P. (2015). Prauserella isguenensis sp. nov., a halophilic actinomycete isolated from desert soil. International journal of systematic and evolutionary microbiology, 65(5). 1598–1603. https://doi.org/10.1099/ijs.0.000145 70. Saker R., Bouras N., Zitouni A., Ghoul M., Rohde M., Schumann P., Spröer C., Sabaou N and Klenk H. (2014). Mzabimyces algeriensis gen. nov., sp. nov., a halophilic filamentous actinobacterium isolated from a Saharan soil, and proposal of Mzabimycetaceae fam. nov. Antonie van Leeuwenhoek., 106(5). 1021–1030. https://doi.org/10.1007/s10482-014-0271-8 71. Smati M and Kitouni M. (2019). Diversity of actinobacteria in the marshes of Ezzemoul and Djendli in northeastern Algeria. European journal of ecology., 5(2). 41- 53. https://doi.org/10.2478/eje-2019-0009. 72. Tang S.K., Tian X.P., Zhi X.Y., Cai M., Wu J.Y., Yang L.L., Xu L.H and Li W.J. (2008). Haloactinospora alba gen. nov., sp. nov., a halophilic filamentous actinomycete of the family Nocardiopsaceae. International journal of systematic and evolutionary microbiology., 58(9). 2075–2080. https://doi.org/10.1099/ijs.0.65531-0 73. Tang S.K., Wang Y., Cai M., Zhi X.Y., Lou K., Xu L.H., Jiang C.L and Li W.J. (2009) Saccharopolyspora halophila sp. nov., a novel halophilic actinomycete isolated from a saline lake in China. International journal of systematic and evolutionary microbiology., 59(3). 555–558. https://doi.org/10.1099/ijs.0.65705-0

91 REFRENCES BIBLIOGRAPHIQUES II

74. Tang S.K., Wang Y., Guan T.W., Lee J.C., Kim C.J and Li W.J. (2010). Amycolatopsis halophila sp. nov., a halophilic actinomycete isolated from a salt lake. International journal of systematic and evolutionary microbiology., 60( 5). 1073– 1078. https://doi.org/10.1099/ijs.0.012427-0 75. Tang S.K., Wang Y., Klenk H.P., Shi R., Lou K., Zhang Y.J., Chen C., Ruan J.S and Li W.J. (2011). Actinopolyspora alba sp. nov. and Actinopolyspora erythraea sp. nov., isolated from a salt field, and reclassification of Actinopolyspora iraqiensis Ruan et al. 1994 as a heterotypic synonym of Saccharomonospora halophila. International journal of systematic and evolutionary microbiology, 61(7). 1693–1698. https://doi.org/10.1099/ijs.0.022319-0 76. Tang S.K., Wang Y., Lee J.C., Lou K., Park D.J., Kim C.J and Li W.J. (2010 a). Georgenia halophila sp. nov., a halophilic actinobacterium isolated from a salt lake. International journal of systematic and evolutionary microbiology., 60. 1317– 1321 . https://doi.org/10.1099/ijs.0.014993-0 77. Tang S.K., Wang Y., Lou K., Mao P.H., Xu L.H., Jiang L.C., Kim C.J and Li W.J. (2009 a). Kocuria halotolerans sp. nov. an actinobacterium isolated from a saline soil in China. International journal of systematic and evolutionary microbiology , 59: 1316–1320. https://doi.org/10.1099/ijs.0.006627-0 78. Tang S.K., Wang Y., Schumann P., Stackebrandt E., Lou K., Jiang C.L., Xu L.H and Li W.J. (2008 a). Brevibacterium album sp. nov., a novel actinobacterium isolated from a saline soil in China. International journal of systematic and evolutionary microbiology., 58(3). 574–577. https://doi.org/10.1099/ijs.0.65183-0 79. Tang S.K., Wang Y., Wu J.Y., Cao L.L., Lou K., Xu L.H., Jiang C.L and Li W.J. (2009 b). Saccharopolyspora qijiaojingensis sp. nov., a halophilic actinomycete isolated from a salt lake. International journal of systematic and evolutionary microbiology., 59. 2166–2170 https://doi.org/10.1099/ijs.0.009860-0. 80. Tang S.K., Wang Y., Zhang H., Lee J.C., Lou K., Kim C.J and Li W.J., (2010 b). Haloechinothrix alba gen. nov., sp. nov., a halophilic, filamentous actinomycete of the suborder Pseudonocardineae. International journal of systematic and evolutionary microbiology., 60(9). 2154–2158. https://doi.org/10.1099/ijs.0.018531-0 81. Tang S.K., Zhi X.Y., Wang Y., Shi R., Lou K., Xu L.H and Li W.J. (2011 a). Haloactinopolyspora alba gen. nov., sp. nov., a halophilic filamentous actinomycete isolated from a salt lake, with proposal of Jiangellaceae fam. nov. and Jiangellineae

92 REFRENCES BIBLIOGRAPHIQUES II

subord. nov. International journal of systematic and evolutionary microbiology., 61(1). 194–200. https://doi.org/10.1099/ijs.0.021725-0 82. Tang S.K., Zhi X.Y., Wang Y., Wu J.Y., Lee J.C., Kim C.J., Lou K., Xu L.H and Li W.J. (2010). Haloactinobacterium album gen. nov., sp. nov., a halophilic actinobacterium, and proposal of Ruaniaceae fam. nov. International journal of systematic and evolutionary microbiology, 60(9). 2113–2119. https://doi.org/10.1099/ijs.0.018440-0 83. Tatar D., Guven K., Inan K., Cetin D., Belduz A.O and Sahin. N. (2016). Streptomonospora tuzyakensis sp. nov., a halophilic actinomycete isolated from saline soil. Antonie van Leeuwenhoek., 109(1). 35–41. https://doi.org/10.1007/s10482-015- 0607-z 84. Tatar D., Sazak A., Guven K., Cetin D and Sahin N. ( 2013). Amycolatopsis cihanbeyliensis sp. nov., a halotolerant actinomycete isolated from a salt mine. International journal of systematic and evolutionary microbiology., 63(P10). 3739–3743. https://doi.org/10.1099/ijs.0.050963-0 85. Tian X.P., Tang S.K., Dong J.D., Zhang Y.Q., Xu L.H., Zhang S and Li W.J. (2009). Marinactinospora thermotolerans gen. nov., sp. nov., a marine actinomycete isolated from a sediment in the northern South China Sea. International journal of systematic and evolutionary microbiology., 59( 5). 948–952. https://doi.org/10.1099/ijs.0.005231-0 86. Traiwan J., Park M.H and Kim W. (2011). Serinicoccus chungangensis sp. nov., isolated from tidal flat sediment, and emended description of the genus Serinicoccus. International journal of systematic and evolutionary microbiology., 61(P6). 1299–1303. https://doi.org/10.1099/ijs.0.025635-0 87. Wang Y., Luo X.X., Xia Z.F., Wan C.X., Alim A and Zhang L.L. (2018). Glycomyces xiaoerkulensis sp. nov., isolated from Xiaoerkule lake in Xinjiang, China. International journal of systematic and evolutionary microbiology., 68(9). 2722–2726. https://doi.org/10.1099/ijsem.0.002842 88. Wang K., Zhang L., Liu Y., Pan Y., Meng L., Xu T., Zhang C., Liu H., Hong S., Huang H and Jiang J. (2015). Kocuria dechangensis sp. nov., an actinobacterium isolated from saline and alkaline soils. International journal of systematic and evolutionary microbiology, 65(9). 3024–3030. https://doi.org/10.1099/ijs.0.000372 89. Xia Z.F., Luo X.X., Wan C.X and Zhang L.L. (2017). Saccharopolyspora aidingensis sp. nov., an actinomycete isolated from a salt lake. International journal of

93 REFRENCES BIBLIOGRAPHIQUES II

systematic and evolutionary microbiology., 67(3). 687–691. https://doi.org/10.1099/ijsem.0.001696 90. Yang L.L., Tang S.K., Zhang Y.Q., Zhi X.Y., Wang D., Xu L.H and Li W.J. (2008). Thermobifida halotolerans sp. nov., isolated from a salt mine sample, and emended description of the genus Thermobifida. International journal of systematic and evolutionary microbiology.58( 8). 1821–1825. https://doi.org/10.1099/ijs.0.65732- 0 91. Yang R., Zhang L.P., Guo L.G., Shi N., Lu Z and Zhang X. (2008a). Nocardiopsis valliformis sp. nov., an alkaliphilic actinomycete isolated from alkali lake soil in China. International journal of systematic and evolutionary microbiology. 58(7). 1542– 1546. https://doi.org/10.1099/ijs.0.65090-0 92. Yoon J.H., Park S., Kang S.J., Lee J. S., Lee K.C and Oh T.K. (2010). Nocardioides daedukensis sp. nov., a halotolerant bacterium isolated from soil. International journal of systematic and evolutionary microbiology. 60(6). 1334– 1338. https://doi.org/10.1099/ijs.0.015354-0 93. Zhang J., Wu D and Liu Z. ( 2009). Saccharopolyspora jiangxiensis sp. nov., isolated from grass-field soil. International journal of systematic and evolutionary microbiology. 59(5). 1076–1081. https://doi.org/10.1099/ijs.0.65863-0 94. Zhang Y.G., Chen J.Y., Wang H.F., Xiao M., Yang L.L., Guo J.W., Zhou E.M., Zhang Y.M and Li W.J. (2016 b). Egicoccus halophilus gen. nov., sp. nov., a halophilic, alkalitolerant actinobacterium and proposal of Egicoccaceae fam. nov. and Egicoccales ord. nov. International Journal of Systematic and Evolutionary Microbiology.66. 530–535. https://doi.org/10.1099/ijsem.0.000749

95. Zhang Y.G., Liu Q., Wang H.F., Park D.J., Guo J.W., Kim C.J., Zhang Y.M and Li W.J. (2016). Nocardiopsis ansamitocini sp. nov., a new producer of ansamitocin P-3 of the genus Nocardiopsis. International journal of systematic and evolutionary microbiology. 66(1). 230–235. https://doi.org/10.1099/ijsem.0.000703 96. Zhang Y.G., Liu Q., Wang H.F., Zhang D.F., Zhang Y.M., Park D.J., Kim C.J and Li W.J. (2014). Haloactinopolyspora alkaliphila sp. nov., and emended description of the genus Haloactinopolyspora. International journal of systematic and evolutionary microbiology. 64(6). 1945–1951. https://doi.org/10.1099/ijs.0.062646-0 97. Zhang Y.J., Tang S.K., Shi R., Klenk H.P., Chen C., Yang L.L., Zhou Y and Li W J. (2012). Salinisphaera halophila sp. nov., a moderately halophilic bacterium isolated

94 REFRENCES BIBLIOGRAPHIQUES II

from brine of a salt well. International journal of systematic and evolutionary microbiology.62(9). 2174–2179. https://doi.org/10.1099/ijs.0.035584-0 98. Zhang Y.Q., Schumann P., Li W.J., Chen G.Z., Tian X.P., Stackebrandt E., Xu L.H and Jiang C.L. (2005). Isoptericola halotolerans sp. nov., a novel actinobacterium isolated from saline soil from Qinghai Province, north-west China. International journal of systematic and evolutionary microbiology, 55(5). 1867– 1870. https://doi.org/10.1099/ijs.0.63641-0 99. Zhang Y.Q., Schumann P., Yu L.Y., Liu H.Y., Zhang Y.Q., Xu L.H., Stackebrandt E., Jiang C.L and Li, W. J. ( 2007). Zhihengliuella halotolerans gen. nov., sp. nov., a novel member of the family Micrococcaceae. International journal of systematic and evolutionary microbiology. 57(5). 1018–1023. https://doi.org/10.1099/ijs.0.64528-0 100.Zhang Y., Wang H.F., Yang L.L., Zhou X.K., Zhi X.Y. , Duan Y.Q., Xiao M., Zhang Y.M and Li W.J.(2016)a. Egibacter rhizosphaerae gen. nov., sp. nov., an obligately halophilic, facultatively alkaliphilic actinobacterium and proposal of Egibaceraceae fam. nov. and Egibacterales ord. nov. International Journal of Systematic and Evolutionary Microbiology. 66. 283–289. https://doi.org/10.1099/ijsem.0.000713.

95

Annexe

ANNEXE

Compostion des milieux de culture

Milieu ISP5

L-asparagine 1.0 g Glycérol 10.0 g K2HPO4 1.0 g Eau distillée 1000.0 ml Solution saline* 1.0 ml Agar 20.0 g pH = 7-7.4

* FeSO4. 7 H2O 0.1 g MnCl2. 4 H2O 0.1 g ZnSO4. 7 H2O 0.1 g Eau distillée 100.0 ml

Milieu CCMS

Cellulose microcristalline 10g (MCC) Caséine 0,3g KNO 3 0,2g

K 2 HPO 4 0,5g CaCO 3 0,02g FeSO 4 0,01g NaCl 150g MgCl 2.6H 2 O 30g KCl 20g Agar 15g pH = 7.5

ANNEXE

Milieu CM Peptone 7.5g Extrait de levure 10.0g MgSO4.7H20 10.0g Na3Citrate 3g KCl 2g NaCl 150.0g Fe * 1.0 ml Agar 20.0g Eau distillée 1000 ml pH=7.4 *préparer 4.98%FeSO4.7 H2O (=10g Fe dans 1L 0.001 M HCl),ajouter 1ml du milieu

Milieu SCA

Amidon soluble 10g K 2 HPO 4 2g KNO 3 2g Caséine 0,3g MgSO 4 .7H 2 O 0.05g CaCO 3 0.02g FeSO 4 .7H 2 O 0.01g Agar 15g Eau de mer filtrée 1000 ml pH =7

Milieu HV Acide Humique 1.0 g* NasHPOa 0.5 g KCI 1.71 g MgSO4.7H2O 0.05 g FeSO4.7H2 O 0.01 g CaCO3 0.02 g vitamine B ** Cyelohexinaide 50 mg Agar 18 g Eau distillée 1 000 ml pH= 7.2 * Dilué dans 10 ml de 0.2 N NaOH. ** 0.5 mg de thiamine-HCl, riboflavine, niacine, pyridoxine-HC1, inositol, Ca-pantothenate, acide paminobenzoique, et 0.25 mg de biotine. B-vitamine et cycloheximide filtré et stérilisé

ANNEXE

Tableau : Les milieux de culture et les conditions d’incubation nécessaire à l’isolement des actinomycètes halophiles et halotolérant Modificati Condition Lieu Milieu de référenc Espèce on dans le d’incubati d’isolement culture e milieu on 20% 30°C Nocardiopsis Echantillons de Al-Tai et SGA agar (wt/vol) pendant 10 halophila sol -Iraq al (1994) NaCl(1 -14 jours Al- Nocardiopsis Echantillons de Starch nitrate N.D Zarban halotolerans sol – Koweït agar 15% NaCl et al

(2002b) Al- Saccharomonosp Echantillons de starch-nitrate Zarban ora halophila 10% NaCl N.D sol – Koweït agar et al

(2002a) 28°C Echantillons du Humic acid- 0, 5 et 10% Ara et al N.D pendant 2 sol -Mongolie vitamin agar NaCl (2013) semaines 23g, 37g Starch caseine 55g, 73g gar, 28 °C ±2 de sel Ballv et N.D Sel marin -Inde R2A agar, pendant 4 + 90 ml al (2015) Inorganic salt semaines d’eau de Starch agar mer stérile Streptomonospor starch-casein 37°C a amylolytica 10% (w/v) Cai et al Lac salé-Chine agar medium pendant 4 Streptomonospor NaCl (2009) semaines a flavalba Streptomonospor Sol hypersalin- 10% NaCl Cai et al ISP 5 37°C a halophila Chine (w/v) (2008) Sol 28 °C rhizosphérique Micromonospora pendant 2- Carro et de la plante humic acid agar halotolerans / 5 al (2013) Pisum sativum semaines. - Espagne sodium l L d’eau 28 °C Spinactinospora Sédiments propionate– Chang et de mer pendant 3 alkalitolerans marins- Chine aspartic acid al (2011) semaines agar salt pond – starch– casein 37 °C Chang Salinactinospora 15% (w/v) Chine agar pendant 3 et al qingdaonensis NaCl semaines. (2012) marine agar 28°C Nocardiopsis Sol salin - Chen et 2216 (MA; / pendant 2 quinghaiensi Chine al (2008) Difco) semaines Nocardiopsis marine agar 30°C Chen et terrae 2216 (MA; Sol salin-Chine / pendant 2 al Difco) semaines (2010a)

ANNEXE

Tableau : Les milieux de culture et les conditions d’incubation nécessaire à l’isolement des actinomycètes halophiles et halotolérant Modificati Condition Lieu Milieu de référenc Espèce on dans le d’incubati d’isolement culture e milieu on marine agar 30 °C Zhihengliuella mine de sel- 5% (w/v) Chen et 2216 (MA; pendant 2 salsugini Chine NaCl al (2010) Difco) semaines. 30 °C Nocardiopsis République de Bennett à base Chun et / pendant 2 kunsanensis Corée d’eau de mer al (2000) semaines. Concentrati Streptimonospora Lac salé - Cui et al ISP 5 de sel salina Chine N.D (2001) 15%( w/v) Dastage Nocardioides Echantillons de R2A( dilué 10 et al / N.D halotolerans sol - Corée fois ) (2008)

30°C Dastager Nocardioides Echantillons de R2A / pendant et al tritolerans sol - Corée 7jours. (2008a) Dastager 28 °C et al Saccharomonosp Echantillons de 20% (w/v) ISP 5 Pendant 2 (2008b) ora saliphila sol-Corée NaCl semaines

Delgado Nesterenkonia soda lac- et al YP medium / 37 °C aethiopica Ethiopie (2006)

Streptomyces Lac Ank el 30°C Djaballa massilialgeriensi Djamel- ISP4 50 g/l NaCl pendant 14 h et al s Algérie jours (2017) isolé comme contaminant Gochnau Actinopolyspora d'un milieu de Complex NaCl à N.D er et al halophila culture Medium" (CM) 25% (w/v) (1975) contenant 25% de NaCI Govende Bassin 10% milieu Nesterenkonia r et al d’évaporationC d’eau saline suensis / N.D (2013) S1- Botswana (SW-10)

Guan et Actinopolyspora 37 °C Lac hypersalé – GL3 15 % (w/v) al dayingensis pendant Chine NaCl (2013a) 15 jours

Actinopolyspora Lac salé – Guan et xinjiangensis Chine GW3 / N.D al (2010)

ANNEXE

Tableau : Les milieux de culture et les conditions d’incubation nécessaire à l’isolement des actinomycètes halophiles et halotolérant Modificati Condition Lieu Milieu de référenc Espèce on dans le d’incubati d’isolement culture e milieu on Actinopolyspora Lac salé – GL3 Guan et / N.D lacussalsi Chine al (2013) habitat Amycolatopsis hypersalin du 10% (w/v) Guan et GTY agar N.D salitolerans basin du Tarim NaCl al (2012) -Chine habitat Guan et Glycomyces hypersalin (sol SSC / N.D al halotolerans d’un lac salé)- (2011a) Chine Saccharopolyspo sol d’un Lac Guan et YC / N.D ra lacisalsi salé -Chine al (2011) Haloglycomyces Sol salin – Guan et CCMS / N.D albus Chine al (2009) yeast extract– Sol agricole - 28°C Ruania starch agar Gu et al Province du / pendant 1 albidiflava (JCM milieu (2007) Shandong semaine no. 42) Glycomyces fuscus habitat mannitol-casein Han et al 5% (w/v) hypersalin- acid hydrolysis N.D (2014) NaCl Glycomyces Chine (GW1) albus Echantillon de 28°C Actinomadura sédiments de He et al Kuster’s agar / pendant 21 sediminis mangrove – (2012) jours Inde Actinopolyspora 28°C Hozzein Sol d’un lac egyptensis (CM) agar / pendant 14 et al salé-Égypte jours (2011)

Starch-glucose- Jameel, Sediments du 40°C yeast extract (2016) N.D marais salé – pendant 2 (SGY) Arabie saoudie. / semaines

Phytoactinopolys Sol salin-Chine Ji et al CCMS pora halotolerans / 37C° (2018) atmosphère d’une 28°C Kämpfer Nocardiopsis installation de casein soy / pendant 7 et al compostus compostage- peptone agar jours (2002) Allemand

Aeromicrobium Ascidie marine 28°C Kim et al A1+C agar / halocynthiae -Corée pendant 3 (2010)

ANNEXE

Tableau : Les milieux de culture et les conditions d’incubation nécessaire à l’isolement des actinomycètes halophiles et halotolérant Modificati Condition Lieu Milieu de référenc Espèce on dans le d’incubati d’isolement culture e milieu on semaines. Sédiments marins-le Golf marine agar Kim et al Kocuria marina de Peter le 2216 (Difco) / 28°C (2004) grand 28°C Kokare Actinopolyspora Sédiments starch casein / pendant 7 et al species AH marins-Inde agar jours (2003) Nocardioides Echantillons Lawson aquaticus d’eau de et al l’hypersaline PYGV / N.D (2000) Friedmannielly Ekho lac-

lacustris Antarctica Amycolatopsis jejuensis Sold’une cave 30°C Lee et al naturelle - starch casein / pendant 14 (2006) Amycolatopsis République de agar jours halotolerans Corée

Li et al Microbacterium glycerol/aspara 15% (w/v) Sol salin-Chine N.D (2005) halotolerans gine agar(ISP5) KCl.

Nesterenkonia halotolerans 15% (w/v) Li et al glycerol/aspara Sol salin-Chine MgCl2.6H N.D (2004a) gine agar(ISP5) Nesterenkonia 2O et KCl xinjiangensis Nesterenkonia sandarakina 15% (w/v) 28°C Li et al glycerol/aspara Sol salin-Chine MgCl2.6H pendant 2 (2005a) Nesterenkonia gine agar(ISP5) 2O semaines. lutea

Li et al Nesterenkonia 25% KCl Sol salin-Chine MSG N.D (2008) halophila (w/v)

Li et al Nocardiopsis 20% KCl Sol salin-Chine ISP 5 N.D (2004b) salina (w/v)

28°C Li et al Yania Sol salin-Chine ISP5 15% KCL pendant 2 (2004) halotolerans semaines glycerol/aspara 28°C Li et al Nocardiopsis 10% (w/v) Sol salin-Chine gine agar pendant 4 (2003 d) xinjiangensis NaCl (ISP5) semaines.

ANNEXE

Tableau : Les milieux de culture et les conditions d’incubation nécessaire à l’isolement des actinomycètes halophiles et halotolérant Modificati Condition Lieu Milieu de référenc Espèce on dans le d’incubati d’isolement culture e milieu on

Nocardiopsis gilva

Nocardiopsis rosea Li et al Nocardiopsis Sol hypersalin 15% NaCl ISP5 N.D (2006) rhodophaea, –Chine (w/v)

Nocardiopsis chromatogenes Nocardiopsis baichengensis

Prauserella halophila 28°C starch- 20% pendant Sol hypersalin – casein agar Li et al (w/v) 4 Chine (2003b) Prauserella alba NaCl semaine

s. Prauserella salsuginis 37°C cellulose- Prauserella flava pendant Eau d’un lac casein Li et al Prauserella aidingensis / 3 salé-Chine multi-salt (2009) Prauserella sediminis semaine CCMS s. 28°C glycerol/ Li et al 20% pendant Saccharomonospora asparagine (2003a) Sol salin-Chine (w/v) 4 paurometabolica agar [ISP5 NaCl semaine medium s. 28°C 20% pendant Li et al Yania flava Sol salin-Chine SGA (w/v) 2 (2005b) KCl semaine s 28°C Streptomonospora alba 20% pendant Li et al Sol d’un lac starch- (w/v) 4 (2003c) salé-Chine casein agar NaCl semaine s. Li et al Echantillons de (2006a) sol d’un désert Horikoshi Kocuria aegyptia / N.D salin et alcalin – agar Égypte

Saccharopolyspora habitat glycerol- / 37 °C Lv et al

ANNEXE

Tableau : Les milieux de culture et les conditions d’incubation nécessaire à l’isolement des actinomycètes halophiles et halotolérant Modificati Condition Lieu Milieu de référenc Espèce on dans le d’incubati d’isolement culture e milieu on halotolerans hypersalin – arginine pendant (2014) Chine agar 2 semaies. 37 °C 5% pendant Lv et al Glycomyces tarimensis Sol salin-Chie Gause 1 (w/v) 2 (2015) NaCl semaine s. Luria– effluents des Bertani Luo et al Nesterenkonia flava usines de / 37°C (LB) (2008) papier-Chine medium Machin 2% 30°C Nesterenkonia plate count et al Tanzanie (w/v) pendant natronophila agar (PCA) (2019) NaCl 10 jours

Sédiments 30°C Magarve

marins –mer de NaST21Cx pendant y et al N.D / Bismarck et mer agar 30 -90 (2004)

de Solomon jours humic 30°C Meklat 20% Sol saharien- acid- pendant et al Actinopolyspora mzabensis (w/v) Algérie vitamin 25 jours (2013) NaCl agar humic Meklat 20% 30°C Actinopolyspora Sol saharien- acid– et al (w/v) pendant algeriensis Algérie vitamin (2012) NaCl 25 jours agar 30°C 20% pendant Meklat Actinopolyspora righensis Sol salé-Algérie CM agar (w/v) 5 et al NaCl semaine (2013a) s. 30°C humic Meklat 20% pendant Actinopolyspora Sol saharien- acid- et al (w/v) 4 saharensis Algérie vitamin (2013b) NaCl semaine agar s Meklat 20% 5 et al Streptomonospora Sol- Algérie CM agar (w/v) semaine (2014) algeriensis NaCl s

Streptomyces chilikensis Eau des colloidal Ray et al N.D sédiments-Inde chitin agar / (2013)

ANNEXE

Tableau : Les milieux de culture et les conditions d’incubation nécessaire à l’isolement des actinomycètes halophiles et halotolérant Modificati Condition Lieu Milieu de référenc Espèce on dans le d’incubati d’isolement culture e milieu on (CCA) Rusznya 25°C King’s B k et al Cellulomonas phragmiteti Hongrie / pendant medium (2011) 7 jours

Bennett’s agar - Déchets de Saha et Nocardiopsis sp.SD5 Starch / N.D plumes-Inde al (2012) casein agar (SCA) chitin- 15 % 30°C Mzabimyces algeriensis Sol saharien- Saker et vitamin (w/v) pendant Algérie al (2014) aga NaCl 21 jours Saker et Sol désertique- chitin- 15 % al (2015) Prauserella isguenensis Algérie vitamin (w/v) N.D

agar NaCl

Sebkha 30 °C 2, 5, 10, d’Ezzemoul et pendant Smati et et N.D de ISP5 3 Kitouni 15% Djendli – semaine (2019) NaCl Algérie s Actinopolyspora alba cellulose- 37°C casein Pendant Tang et Sol salin-Chine / multi-salt 3semain al (2011) Actinopolyspora erythrae (CCMS) es 37°C cellulose- Pendant casein Tang et Amycolatopsis halophila lac salé-Chine / 3 multi-salt al (2010) semaine CCMS s 37°C glucose- Pendant Tang et tryptone- Georgenia halophila lac salé-Chine / 3 al yeast semaine (2010a) (GTY) s glucose– 37°C tryptone– Pendant Tang et Haloactinobacterium lac salé-Chine yeast / 3 al album (GTY) semaine (2010c) agar s cellulose- 37°C Tang et casein Pendant Haloactinopolyspora alba lac salé-Chine / al multi-salt 3 (2011a) (CCMS) semaine

ANNEXE

Tableau : Les milieux de culture et les conditions d’incubation nécessaire à l’isolement des actinomycètes halophiles et halotolérant Modificati Condition Lieu Milieu de référenc Espèce on dans le d’incubati d’isolement culture e milieu on s 37°C cellulose- Tang et Pendant casein- al (2008) Haloactinospora alba lac salé-Chine / 3 multisalts semaine (CCMS) s 37 °C pendant Tang et ISP5 5%NaC Brevibacterium album Sol salin -Chine 2 al l semaine (2008a) s 37°C Pendant Tang et Haloechinothrix alba lac salé-Chine CCMS / 3 al semaine (2010b) s 37°C Pendant Tang et Kocuria halotolerans Sol salin-Chine ISP 5 / 3 al semaine (2009a) s cellulose- 37°C casein Pendant Saccharopolyspora Tang et lac salé-Chine multi-salt / 3 halophila al (2009) (CCMS) semaine s 37°C cellulose- Pendant Tang et Saccharopolyspora casein lac salé-Chine / 3 al qijiaojingensis multi-salt semaine (2009b) (CCMS) s 5% 28°C Tatar et Amycolatopsis Bennett’s Mine de sel NaCl pendant al (2013) cihanbeyliensis agar (w/v) 21 jours 28°C 15 % pendant Streptomonospora Sol Sali-Turque Bennett NaCl 6 Tatar et tuzyakensis (w/v) semaine al (2015) s raffinose– Marinactinospora Sédiments Tian et histidine / N.D thermotolerans marins-Chine al (2009) agar glucose- Traiwan Serinicoccus Sédiments yeast / N.D et al chungangensis marins-Corée extract (2011)

ANNEXE

Tableau : Les milieux de culture et les conditions d’incubation nécessaire à l’isolement des actinomycètes halophiles et halotolérant Modificati Condition Lieu Milieu de référenc Espèce on dans le d’incubati d’isolement culture e milieu on agar (GYEA)

5 % Kocuria dechangensis 28°C Milieu SG (w/v) Wang et Sol salin-China pendant NaCl al (2015) 7 jours

37 °C Wang et 15% pendant al (2018) Glycomyces xiaoerkulensis Lac salé-China ISP4 (w/v) 2

NaCl, semaine

s

Chitin- 37 °C Saccharopolyspora 15% Xia et al Lac salé-China asparagine pendant aidingensis NaCI (2017) 15 jours. Yang et DSMZ no. al (2008 Nocardiopsis valliformis Lac salé-Chine / N.D 852 a)

Mine de sel- 45°C 10% Yang et Chine Pendant Thermobifida halotolerans ISP 4 NaCl al (2008 3semain (w/v) ) es Sol –Corée nutrient agar dilué Yoon et Nocardioides daedukensis / 30°C 10x6 (NA; al (2010) Difco) 30°C cellulose- Pendant Sol salin et casein- Zhang et Haloactinopolyspora / 3 alcalin -Chine multi-salts al (2014) alkaliphila semaine (CCMS) s Milieu Zhang et Isoptericola halotolerans Sol salé-Chine / N.D Horikoshi al (2005) 28°C cellulose- Saumure d’un Pendant Zhang casein Salinisphaera halophila puits de sel- / 3 et al multi-salt Chine semaine (2012) (CCMS) s glucose- Sol des champs yeast 28°C Saccharopolyspora Zhang et de graminées - extract- / pendant jiangxiensis al (2009) Chine malt 14 jours extract

ANNEXE

Tableau : Les milieux de culture et les conditions d’incubation nécessaire à l’isolement des actinomycètes halophiles et halotolérant Modificati Condition Lieu Milieu de référenc Espèce on dans le d’incubati d’isolement culture e milieu on (GYM) agar marine 15% Zhihengliuella Zhang et Sol salin-Chine agar (Difco NaCl N.D halotolerans al (2007) 2216; MA) (w/v) 30 °C

Nocardiopsis ansamitocini ISP2 pendant Zhang et sol salin-China 10M 4semain al (2016) NaCl es Zhang et Sol salin et marine 14 jours Egicoccus halophilus / al alcalin -chine 2216E à 30°C (2016b) Sol rhizo- Egibacter 28 jours Zhang et sphérique 10 % rhizosphaerae R 2 A à al de Tamarix NaCl 30 °C (2016a) hispida / : Pas de modification N.D : non déterminé

Résumé

Résumé

Historiquement, les actinobactéries ont reçu beaucoup d’attention en raison de leur capacité à produire diverse métabolites secondaires de valeur biotechnologique intéressante. D’autre part leur caractère ubiquitaire et surtout leur présence dans des environnements extrêmes tels que les habitats hypersalins les a donnée une attention particulière.

Au cours de ce travail, nous avons essayés de donner un aperçu général sur la démarche d’isolement des actinobactéries halophiles et halotolérants, les milieux utilisés, leurs compositions et notamment les sources de carbone et d’azote, les genres les plus rencontrés dans ces écosystèmes particuliers. Une étude bibliographique étendue sur 100 articles scientifiques a rendu possible cette tache. En général, l’isolement d’un tel ou tel microorganisme nécessite la mis en œuvre d’un protocole adéquat où le milieu d’isolement joue un rôle primordial. Au cours de cette étude nous avons constaté que les milieux de culture ISP 5, CCMS et SCA sont fréquemment utilisés dans l’isolement des actinomycètes à partir des écosystèmes salins, additionnés de différentes concentrations de NaCl, selon les exigences de l’espèce isolée.

Il est à noter que l’amidon et la caséine représentent les meilleurs sources de carbone et d’azote pour l’isolement de certains genres présent dans ce type d’écosystèmes, nous citons : Nocardiopsis, Actinopolyspora, Nesterenkonia, Streptomonospora, Saccharopolyspora…etc.

Ainsi, nous avons abordé dans ce travail plusieurs notions théoriques essentielles, en débutant par la collecte, l’analyse physicochimique et le prétraitement des échantillons, les différentes procédures d’isolement sélectifs, les méthodes de criblage et d’évaluation de l’activité antimicrobienne, enfin la fermentation et l’extraction ont été aussi rapporté, en discutant les avantages et les limites de chaque méthode.

Mots clés : Actinobactérie, habitats hypersalins, isolement, fermentation, criblage, extraction.

ملخص

تاريخيا ، تلقت البكتيريا الشعاعية الكثير من االهتمام بسبب قدرتها على إنتاج مجموعة متنوعة من المستقلبات الثانوية ذات القيمة التكنولوجية الحيوية الهامة. من ناحية أخرى ، فإن طبيعتها في كل مكان وخاصة وجودها في البيئات القاسية شديدة الملوحة قد أعطتها اهتما ًما خا ًصا

في سياق هذا العمل ، حاولنا تقديم نظرة عامة عن نهج عزل البكتيريا الشعاعية المحبة للملوحة و المتأقلمة معها، والوسائط المستخدمة واألجناس األكثر مصادفة في هذه النظم البيئية المعينة. جعلت دراسة ببليوغرافية شاملة لـ 100 مقال علمي هذه المهمة ممكنة. بشكل عام ، يتطلب عزل كائن حي دقيق معين تنفيذ بروتوكول مناسب حيث يلعب وسيط العزل دو ًرا رئيسيًا ، بما في ذلك مصادر الكربون والنيتروجين المستخدم. خالل هذه الدراسة وجدنا أن وسائط استنبات ISP 5 و CCMS و SCA تستخدم بشكل متكرر في عزل البكتيريا الشعاعية من النظم البيئية المالحة ، مع استكمالها بتركيزات مختلفة من كلوريد الصوديوم ، اعتمادًا على متطلبات األنواع المعزولة .

وتجدر اإلشارة إلى أن النشاء والكازيين يمثالن أفضل مصادر الكربون والنيتروجين لعزل أجناس معينة موجودة في هذا النوع من النظام البيئي ، ونذكر منها : Nocardiopsis ،Actinopolyspora ، Nesterenkonia Streptomonospora ،Saccharopolyspora

وهكذا ، فقد اقتربنا في هذا العمل من عدة مفاهيم نظرية أساسية ، بد ًءا من التجميع ، والتحليل الفيزيائي الكيميائي والمعالجة المسبقة للعينات ، وإجراءات العزل االنتقائية المختلفة ، وطرق الفحص ، وتقييم نشاط مضادات الميكروبات. ، أخي ًرا تم اإلبالغ أي ًضا عن التخمير واالستخالص ، ومناقشة مزايا وقيود كل طريقة

الكلمات المفتاحية: البكتيريا الشعاعية ، البيئات شديدة الملوحة ، العزلة ، التخمير ، الفرز ، االستخالص

Abstract

Historically, actinobacteria have received a lot of attetion because of their ability to produce various secondary metabolites of interesting biotechnological value. On the other hand their ubiquitous character and especially their presence in extremes environments such as hypersaline habitats have given them special attention.

During this work, we tried to give a general overview of the process for isolating halophilic and halotolerant actinobacteria, the media used, their composition and in particular the sources of carbon and nitrogen, the genera most encountered in these particular ecosystems. An extensive bibliographic study on 100 scientific articles made this task possible.

In general, the isolation of such and such microorganism requires the implementation of an adequate protocol were the isolation environment plays a key role. During this study, we found that the culture media ISP 5, CCMS and SCA are frequently used in isolation of actinomycetes from saline ecosystems, with different concentrations of NaCl, depending on the requirements of the isolated species.

It should be noted that starch and casein represent the best sources of carbon and nitrogen for the isolation of certain genera present in this type of ecosystem, we quote: Nocardiopsis, Actinopolyspora, Nesterenkonia, Streptomonospora, Saccharopolyspora… etc.

Thus, in this work we have addressed several essential theorical concepts , in starting with the collection, physicochemical analysis and pretreatment of samples, the various selective isolation procedures, screening and evaluation methods, and antimicrobial activity, fermentation and extraction have also been reported, in discussing the benefits and limitations of each method.

Key words : Actinobacteria, hypersaline habitats, isolation, fermentation, screening, extraction.

Nom : MENASRIA Prénom : Nour Elhouda

Nom : MEZIANE Prénom : Amira Randa Rimas Date de soutenance : 16 /09/2020

Diplôme de master en microbiologie appliquée

Intitulé : Isolement et screening des actinobactéries à partir des écosystèmes extrêmement salins

Historiquement, les actinobactéries ont reçu beaucoup d’attention en raison de leur capacité à produire diverse métabolites secondaires de valeur biotechnologique intéressante. D’autre part leur caractère ubiquitaire et surtout leur présence dans des environnements extrêmes tels que les habitats hypersalins les a donnée une attention particulière.

Au cours de ce travail, nous avons essayés de donner un aperçu général sur la démarche d’isolement des actinobactéries halophiles et halotolérants, les milieux utilisés, leurs compositions et notamment les sources de carbone et d’azote, les genres les plus rencontrés dans ces écosystèmes particuliers. Une étude bibliographique étendue sur 100 articles scientifiques a rendu possible cette tache. En général, l’isolement d’un tel ou tel microorganisme nécessite la mis en œuvre d’un protocole adéquat où le milieu d’isolement joue un rôle primordial. Au cours de cette étude nous avons constaté que les milieux de culture ISP 5, CCMS et SCA sont fréquemment utilisés dans l’isolement des actinomycètes à partir des écosystèmes salins, additionnés de différentes concentrations de NaCl, selon les exigences de l’espèce isolée.

Il est à noter que l’amidon et la caséine représentent les meilleurs sources de carbone et d’azote pour l’isolement de certains genres présent dans ce type d’écosystèmes, nous citons : Nocardiopsis, Actinopolyspora, Nesterenkonia, Streptomonospora, Saccharopolyspora…etc.

Ainsi, nous avons abordé dans ce travail plusieurs notions théoriques essentielles, en débutant par la collecte, l’analyse physicochimique et le prétraitement des échantillons, les différentes procédures d’isolement sélectifs, les méthodes de criblage et d’évaluation de l’activité antimicrobienne, enfin la fermentation et l’extraction ont été aussi rapporté, en discutant les avantages et les limites de chaque méthode.

Mots clés : Actinobactérie, habitats hypersalins, isolement, fermentation, criblage, extraction.

Devant le membre de jury :

Président : DEROUICHE K. MCA. Univ. Oum EL Bouaghi.

Rapporteur : DJABALLAH C.E MAA. Univ. Oum EL Bouaghi.

Examinateur HAMAMES M. MAA. Univ. Oum EL Bouaghi.