Masarykova univerzita v Brně Přírodovědecká fakulta Ústav experimentální biologie
Aviární aspekty infekčních onemocnění: patogeny volně žíjicích ptáků a úloha ptáků v epidemiologii lidských nakažlivých onemocnění.
Rigorózní práce
Brno 2008 © Lenka Dubská
Tato práce vznikla na Ústavu biologie a chorob volně žijících zvířat Fakulty veterinární hygieny a ekologie Veterinární a farmaceutické univerzity v Brně a byla podporovaná grantovými projekty GAČR (524/08/P139) a MŠMT (MSM6215712402). Mé poděkování patří především prof. MVDr. Ivanu Literákovi CSc. a našemu týmu, zejména paní Evě Suchanové, RNDr. Evě Roubalové, Pavlovi Klimšovi, Bc. Šárce Kaplanové za spolupráci v laboratoři a RNDr. Oldřichovi Sychrovi, PhD. a MVDr Zvimu Friedmanovi za terénní část práce. Dále bych chtěla poděkovat svým kolegům MUDr. Daliboru Valíkovi, PhD. a RNDr. Radomírovi Pilnému za kritické připomínky k textu.
Aspekty infekčních chorob studované v této práci se obecně týkají ptačích druhů a to jednak z hlediska výskytu a projevu onemocnění u některých druhů exotických a volně žijících ptáků a také z hlediska kompetence jednotlivých druhů volně žijících ptáků při šíření mikrobů způsobujících infekční onemocnění u člověka. První část se tedy zabývá virovými, bakteriálními a eukaryotními mikroorganizmy, které prokazatelně nebo potenciálně způsobují onemocnění u volně žíjicích ptačích populací. Druhá část se týká vybraných lidských onemocněních, v jejichž epidemiologii hrají ptáci a to především volně žijící ptáci významnou úlohu nebo se jejich role při tomto procesu zkoumá.
Práce je koncipovaná jako literární přehled s vloženými původními pracemi. Použitý materiál a metodika jsou posány v jednotlivých rukopisech nebo je uveden dohledatelný zdroj těchto informací. Diskuze k tématům je v jednotlivých publikacích nebo je součástí textu.
Patogeny volně žijících ptáků
1. Infekční onemocnění postihující volně žijící ptáky.
Infekční choroby postihující ptačí populace se zpočátku zkoumaly u hospodářsky významných ptačích druhů a u okrasných exotických ptáků, ale vyskytují se i u volně žijících druhů ptáků. Následující kapitola podává stručný přehled u významných virových, bakteriálních a protozoálních onemocnění postihujících třídu Aves, a u která byla zachycena u volně žijících druhů. Kapitola se podrobněji zabývá dvěma virovými onemocněními exotických a volně žijících ptáků.
Mezi virové patogeny významně postihujících ptáky patří virus západonilské horečky (WNV), který bude podrobněji rozebrán ve druhé části práce, jeho příbuzný flavivirus usutu, který se z Afriky rozšířil do Evropy (Rakouska, Maďarska), kde se zdá, že významně ohrožuje populace kosů, špačků a některých druhů sýkor (22, 141, 165). Paramyxovirus – patogen newcastelské choroby neboli pseudomoru drůbeže, (NVD – Newcastel diseases virus), způsobuje vysoce nakažlivé onemocnění hospodářské drůbeže i volně žijících ptáků (176). Patogeny některých druhů ptáků jsou zástupci polyomavirů a poxvirů, kterými se budu zabývat v následující části této kapitoly. Především holuby, exotické ptáky, husy, ale také některé další druhy ptáků (227) napadají malé DNA viry, cirkoviry. V chovech exotických ptáků se cirkovirová nákaza vyskytuje pod označením PBFD (psittacine beak and feather disease). Pro chovy kuřat je nebezpečná gyrovirová infekce, která způsobuje anémii kuřat a její etiologický agens se označuje CAV patřící také do čeledi Circoviridae; u volně žijících ptáků nebylo toto onemocnění spolehlivě prokázáno. Chovy drůbeže dále ohrožuje alfaherpesvirová nákaza, která probíhá pod obrazem Markovy choroby vedoucí až k lymfomům, přičemž etiologický agens tohoto onemocnění byl zachycen i u volně žijících ptáků (172, 250).
Mezi bakterie devastující ptačí druhy patří Chlamydophila psittaci způsobující psitakózu/ornitózu, což je respiratorní onemocnění ptáků vyskytující se u kachen, krůt, holubů a exotických ptáků. Příznaky onemocnění závisí na virulenci kmene a druhu hostitele. U domácí drůbeže je to nechutenství, růstová retardace, netečnost, respiratorní obtíže. U holubů především respiratorní obtíže a u exotických ptáků slabost, nechutenství, průjem, nervové příznaky, úhyn.
1 Patogeny volně žijících ptáků
Onemocnění se léčí tetracykliny. Prevence v chovech je hygiena a zabránění přístupu volně žijících ptáků, kteří jsou rezervoárem Chlamydophila psittaci a zároveň tyto bakterie šíří. Z volně žijících ptáků byla chlamydofila zachycena u 460 druhů volně žijících ptáků především u papoušků, racků, alek, tučňáků, divokých hus a kachen (121, 190, 194, 199). Ptačí cholera je způsobená určitým kmenem (typ 1) gramnegativního kokobacila Pasteurella multocida. Tento kmen způsobuje onemocnění především opět u vodní drůbeže, racků a havranů (36, 114). Prostředkem přenosu je infikovaná voda a výkaly. Onemocnění je vysoce nakažlivé. U kachen a hus onemocnění probíhá perakutně s výsledkem masivního úhynu, takže nemocní ptáci jsou zachyceni spíše zřídka. Pokud jsou projevy zaznamenány jedná se o netečnost, křeče, plavání v kruzích. Z patologického nálezu je to pak krvácení v dutině břišní, orgánové nekrózy, hepatomegalie, nestrávená potrava v horní části zažívacího traktu a kašovitá hmota s bakteriemi v dolní části trávicí soustavy (91, 263). Ptačí tuberkulóza je způsobena atypickými bakterie z komplexu Mycobacterium avium (MAC), který zahrnuje M. avium, M. avium poddruh paratuberculosis, M. avium poddruh silvaticum and M. intracellulare. K ptačí tuberkulóze je vnímavá většina ptačích druhů včetně papoušků, jeřábů, vrabců, skřivanů (99, 100, 142, 230). Nakažení ptáci uvolňují velké množství mykobakterií do okolí, nákaza je přenášena respirační nebo zažívací cestou. Inkubační doba je dlouhá; od několika týdnů po několik let (259). Onemocnění má zpravidla chronický průběh. Je doprovázeno postupným váhovým úbytkem, průjmem, zvýšeným pelicháním, dýchacími obtížemi a redukovanou snůškou (228, 259). Další zmíněné onemocnění je mykoplazmóza způsobená mykoplazmaty nejčastěji druhu Mycoplasma gallisepticum, M. sturni, M. synoviae, M. meleagridis či M. iowae. Onemocnění, probíhající jako konjunktivitida, respiratorní onemocnění nebo infekční sinusitida, je známo především z chovu kurovité drůbeže (228), ale bylo zachycen i u pěvců (71, 76, 154). Inkubační doba tohoto onemocnění je také dlouhá; organizmus se inkubuje v dýchací traktu postiženého ptáka a mykoplazmata jsou uvolňována do okolí. Pomnožování a uvolňování do organizmu po čase odezní; klinické projevy jsou různé, přičemž k poškození organizmu dochází z podstatné části díky zánětlivým změnám v důsledku infekce (38).
2 Patogeny volně žijících ptáků
V rámci aviární mikrobiologie bych také chtěla zmínit dva druhy mykotických oněmocnění a protozoární onemocnění, které jsou významné pro ptačí populace. Jedná se o kandidózy tedy infekce způsobené kvasinkami rodu Candida. Ptáky postihuje nejvíce oportunní infekce všudypřítomnou Candidou albicans a to zejména u mladých jedinců s nevyzrálým imunitním systémem. Sekundární kandidózy se vyskytují u dospělých ptáků, kteří byly dlouhou dobu na antibiotické léčbě, trpí malnutricí nebo jinou nemocí. Kvasinky nejčastěji postihují vole, případně žaludek, kůži, dýchací soustavu, CNS a ostatní orgány (45, 207, 239). Přítomnost kvasinek byla zaznamenána u nejrůznějších skupin ptáků včetně dravců, holubu a tažných ptáků (45, 207, 239). Dalším houbovým onemocněním je aspergilóza způsobená plísní rodu Aspergillus, které jsou časté především ve vlhkém teplém prostředí. Ptáky podobně jako člověka napadá především druh Aspergillus fumigatus ale i další druhy (28, 236). Podobně jako v případě kandidózy je oslabený imunitní systém vhodným terénem pro propuknutí aspergilózy, která byla zaznamenána i u volně žijících pěvců (151). Mezi projevy aspergiózy patří dušnost, tachypnoe, průjem, nechutenství, úbytek na váze, zvýšené pelichání (236).
Mezi eukaryotní mikroorganizmy infikující ptačí organizmus patří zástupci rodu Plasmodium, původce ptačí malárie, a to především P. relictum, P. gallinaceum, P. juxtanucleare a P. durae (49, 89, 184, 246). Plasmodia nejsou příliš druhově specifická a napadají jak domácí tak volně žijící ptáky (49, 89, 94). Vektorem plazmodií jsou komáři komár druhu Culex, Culiseta či Aedes (135, 184). Plasmodia se pomnožují v erytrocytech a dávka ptačích patogenů bývá natolik významná, že může způsobit anémii (135, 184). Při zavlečení infikovaných komárů Plasmodium relictum na Hawaiské ostrovy došlo k vyhynutí mnoha endemických druhů právě díky tomuto patogenu (77, 136). Dalšími krevními parazity ohrožujícími ptáky jsou Haemoproteus (napadající erytrocyty) a Leucocytozoon (napadající i leukocyty) způsobující onemocnění podobné ptačí malárii. Obě hemosporidiové infekce byly zachyceny u dravců a sov i u pěvců (101, 103, 131, 168, 260) a jsou přenášeni především muchničkami (Simuliidae) (7, 102, 212). Patogenen především dravců je další intraerytrocytární parazit Babesia shortti (171, 233).
3 Patogeny volně žijících ptáků
Infekce protozoem Toxoplasma gondii probíhá u většiny ptáků inaparentně. Nákaza byla zaznamenána napříč ptačími řády i u volně žijících druhů, přičemž u některých druhů (holuby, kanáři) s vážným projevem toxoplazmózy (16, 139, 144, 145, 164, 261, 265). Po stručném přehledu infekčních chorob významně ovlivňující ptačí populace se tato kapitola zabývá dvěma virovými onemocněními ptáků, kterých se týká náš výzkum v oblasti aviární mikrobiologie.
Ptačí polyomavirus - APV Polyomaviry jsou tumorigenní viry napadající živočišné buňky patřící do jediného rodu čeledi Polyomaviridae. Jedná se o viry s genomem v podobě dvouřetězcové kružnicové DNA o velikosti 4,8 – 5,2 kbp kódující pět hlavních proteinů: dva multifunkční regulační proteiny označené jako malý a velký T antigen, a tři strukturální kapsidové proteiny VP1, VP2 a VP3. Viriony polyomaviru jsou malé (40-50 nm) s ikozahedrální neobalenou kapsidou. Polyomaviry jsou rozšířeny mezi ptáky a savci. Strategie savčích polyomavirů je většinou perzistující nákaza zpravidla s inaparentním průběhem (248). Pokud se infekce projevuje, dochází k tomu u mladých nebo imunosuprimovaných jedinů a má zpravidla mírný průběh (61). Naproti tomu nákaza ptačími polyomaviry má většinou akutní průběh (248). U člověka jsou zatím spolehlivě popsány dva druhy polyomavirů: JC virus napadající dýchací soustavu, ledviny či CNS; a BK virus, který způsobuje mírné dýchací obtíže a může infikovat ledviny imunosuprimovaných pacientů (105). Oba viry jsou značně rozšířené; většina populace má protilátky. V poslední době byly u člověka popsány dva nové druhy polyomaviru označen jako KI a WU; jejichž patogenicita a klinický význam zatím nejsou známy (12, 81). Nejstudovanějším druhem polyomaviru je SV40 (Simian vacuolating virus 40) (104), který se inaparentně pomnožuje v opičích ledvinách a u křečků vede ke vzniku sarkomů. Zatím není známo, zda může způsobovat nádorové onemocnění u člověka. Tento virus se v lidské populaci rozšířil od roku 1950 prostřednictvím kontaminované vakcíny proti dětské obrně. U ptáků se vyskytují 4 druhy polyomaviru: 1/ APV – avian polyomavirus, ptačí polyomavirus, 2/GHPV – goose hemorrhagic polyomavirus, virus způsobující HNEG (hemorrhagic nephritis/entreritis of geese) krvácivou nefritidu/enteritidu hus, 3/ FPyV (finch polyomavirus), 4/ CPyV (crow polyomavirus) (119).
4 Patogeny volně žijících ptáků
Infekce GHPV je omezená na husy. Byla poprvé popsána v Maďarsku v r. 1970 (186), následně v Německu (214), ve Francii (249). Nákaza se vyznačuje úhynem 2-10 týdenních housat. Hlavním projevem je krvácivá nefritida s nekrózou tubulárního epitelu a podkožním edémem, přičemž enteritida je zaznamenána spíše výjimečně (132). Genomovou analýzou byly popsány dva nové polyomaviry CPyV a FPyV. Nicméně existují zatím pouze nepřímé důkazy spojující tyto viry s onemocněním vran (119) respektive hýlů (262). APV má široké rozmezí přirozených hostitelů. Přestože byl tento virus poprvé popsán v roce 1981 jako agens způsobující onemocnění označované jako „francouzské pelichání“ nebo „pelichání andulek“ (budgerigar fledging disease) a od toho BFDV (24, 66) provázené charakteristickou ztrátou letek a ocasních per, napadá tento virus další ptáky z řádu papoušků (Psittaciformes) i z jiných řádů a způsobuje jejich smrtelné onemocnění (78, 79, 117, 118, 187). Projevy infekce ptačím polyomavirem závisí na napadeném druhu a také na věku jedince v době infekce. U andulek (Melopsittacus undulatus) je nejčastějším projevem infekce APV úhyn mláďat okolo 15. dne věku a poruchy opeření přeživších jedinců. Andulky, které onemocní po 15. dni věku, trpí hepatitidou, ascitem, chudokrevností a krvácením v podkoží a poškozením řady dalších orgánů (52). U andulek starších než 1 měsíc se většinou nákaza klinicky neprojeví. Skrytě infikované andulky nebo ty, které přežily první nápor infekce, jsou zdrojem dalšího šíření viru. Mláďata ostatních druhů papoušků obvykle onemocní mezi 4 až 16 týdnem věku a narozdíl od andulek bývá u nich přetrvávající infekce vzácná. Nápadné je podkožní krvácení, poruchy srážlivosti krve a žlutá moč, u některých ptáků se vyvíjí i nervové příznaky a ochrnutí. Byla popsána i chronická forma onemocnění, projevující se hubnutím, občasným nechutenstvím, zvýšeným močením, poruchou opeření a opakovanými bakteriálními infekcemi (129, 137, 187, 229). Vzácně onemocní i dospělí papoušci, obvykle souběžně s cirkovirózou – nemocí zobáku a peří (PBFD, psittacine beak and feather disease) (229). U starších papoušků se nákaza APV obvykle projeví náhlou smrtí doprovázenou membránovou glomerulopatií (82, 188). Také ostatní řády ptáků jsou vnímavé k infekci APV; infekce byla zachycena u nemocných pěnkavovitých, rudouška, káňat a sokolů (72, 117, 204, 216).
5 Patogeny volně žijících ptáků
APV se šíří kontaktem, u andulek navíc i nepřímo péřovým prachem, trusem a tělními sekrety (189). Úhyn bez předchozích klinických projevů infekce byl zaznamenám u mláďat celé řady exotických ptáků, přičemž u andulek může úmrtnost dosahovat až 100% (129, 170). Léčba neexistuje. V USA je komerčně dostupná vakcína, ale o smyslu vakcinace se vedou spory. Ideální je prevence - testování na nosičství viru u všech ptáků vstupujících do chovu.
Předmětem naší studie byl kmen ptačího polyomaviru, který se objevil v chovu na východním Slovensku v zimě 2003 - 2004. Nákaza se projevila u andulek (Melopsittacus undulatus) ale také u korel chocholatých (Nymphicus hollandicus), u nichž byla doposud popsána nákaza APV pouze inaparentní na základě přítomnosti protilátek nebo viroinů ve stolici (133, 189). Na základě těchto poznatků byly korely považovány za druh rezistentní k onemocnění způsobeným APV nicméně se schopnosti šířit tohoto patogena (189). V případě andulek se onemocnění projevilo typicky u mláďat ve věku 14 - 21 dní zpomaleným růstem, třesem, tmavým zbarvením kůže, podkožním krvácením z pérových váčků, poruchami opeření a smrtí. Histopatologické vyšetření ukázalo výraznou vakuolizaci a nekrózu u buněk epitelu pérových váčků. V přilehlé pojivové tkáni byla zaznamenán nezánětlivá reakce a další mikroskopické změny byly pozorovány na úrovni kůže i na úrovni brku. U korel mláďata umírala již během prvních 7 dní po vylíhnutí, většinou bez předchozích symptomů a plně opeřená, případně s drobnými kožními lézemi. Pomocí elektronové mikroskopie byly v kožních lezích uhynulých andulek a korel pozorovány viriony s ikozahedrální strukturou kapsidu typickou pro polyomaviry. Viriony měli velikost 45 - 50 nm. Převážně byly pozorovány jednotlivé viriony, ale byly zachyceny také shluky virionů a dlouhé vláknité formy. Nákaza APV byla potvrzena amplifikací části genu pro kapsidový protein VP1 a časti genu kódujícího VP2 a VP3 v suspenzi získané z kožních lézí postižených ptáků. Získané produkty byly sekvenovány a porovnány s konsenzus sekvencí, kterou jsme sestavili na základě záznamů APV v GeneBank. Celkově jsme sekvenovali 16.4% virového genomu, přičemž jsme zachytili tři bodové synonymní mutace oproti konsenzus sekvenci. Substituce na pozici 2474 a 2558 byla již dříve popsána u arasari zeleného (133) a nalezená substituce na pozici 1657 (T-C) je
6 Patogeny volně žijících ptáků unikátní pro náš popsaný kmen (BDSK04) (viz tabulka 1) VP2/3 sekvence byla zadána do GeneBank pod číslem DQ074760 a sekvence VP1 pod číslem DQ074761.
Tabulka 1: Nukleotidová analýza našeho izolátu ptačího polyomaviru (APV-NH) v porovnáním s konsenzus sekvencí s vyznačením dříve identifikovaných substitucí u dalších izolátů.
V následujícím období tj. jaro - podzim 2004 byla v chovu exotických ptáků na Slovensku popsána infekce APV, která se projevila vysokou mortalitou (50%) u mláďat korel. Nemoc se projevila náhlou smrtí plně opeřených 4 - 6 dnů starých
7 Patogeny volně žijících ptáků mláďat. Na rozdíl od našeho případu z východního Slovenska u andulek z toho chovu se infekce projevila pouze subklinicky (237). K epidemiologii APV přispěla i japonská studie ukazující 2,7% pozitivitu u zjevně zdravých papoušků (180). Německá práce ukázala přítomnost APV také u dravců (117), přičemž nebyla zaznamenána odlišnost v genotypu ani serotypu od infekce postihující papoušky. Závěrem lze tedy říci, že ptačí polyomavirus má patrně širší rozmezí hostitelů. Nicméně infekce může probíhat latentně a klinická manifestace nákazy APV je druhově specifická.
8 ISI Web of Knowledge [v.4.3] - Web of Science Full Record Stránka č. 1 z 2
Sign In My EndNote Web My ResearcherID My Citation Alerts My Saved Searches Log
Cited Reference Structure Advanced Search Ma Search Search Search Search History (0) ® Web of Science
<< Back to results list Record 11 of 17 Record from Web o
An outbreak of the polyomavirus infection in budgerigars and cockatiels in Slovakia, Cited by: 5 This article has been including a genome analysis of an avian times (from Web of S polyomavirus isolate Roingeard P Viral detection by electro more options microscopy: past, p and future BIOLOG Author(s): Literak I, Smid B, Dubska L, Bryndza L, Valicek L THE CELL 8 491- Source: AVIAN DISEASES Volume: 50 Issue: 1 Pages: 501 AUG 120-123 Published: MAR 2006 Johne R, Muller Times Cited: 5 References: 19 Citation Map H Polyomaviruses Etiologic agents of inflammatory disea Abstract: In winter 2003-04, large numbers of budgerigars tumor virus (Mellopsitacus undulatus) and cockatiels (Nymphicus hollandicus) family JOURNAL O fell ill and died in a large parrot-breeding aviary in Slovakia. In VIROLOGY 21 11 budgerigars, the disease outbreak occurred at the age of 2-3 11559 NOV weeks; cockatiels died within their first 7 days of life. In budgerigars, symptoms of the disease included delayed growth, Tomasek O, Kubice tremor, darkish discoloration of skin, quill bleeding, and feathering Tukac V Unusual f defects. cockatiels often died without any symptoms and with a avian polyomavirus full crop; feathering defects occurred sporadically. Electron infection in nestling microscopy with negative staining of aqueous lysates of the cockatiels (Nymphi affected skin and of bleeding quills showed isolated or Clustered hollandicus) detect polyomavirus particles 45-50 nm in size. Long filamentous forms nested polymerase of the virus were also found in virion Clusters of skin lysates from reaction VETERIN the budgerigars. In ultrathin sections through the pathologically MEDICINA 5 193- altered skin tissue of budgerigars, virus particles were present in 201 MAY both nuclei and cytoplasm of epidermal cells, often in crystalline form. In infected cells, enlarged nuclei showed an extensive [ view all 5 citing a chromatin margination. On the DNA level, presence of a polyomavirus infection was conclusively proved by the polymerase chain reaction using avian polyomavirus (APV)- specific primers. A sequence analysis of the gene encoding viral Related Records protein (VP)1 and of the combined region for VP2 and VP3 Find similar records b proteins revealed a previously undescribed synonymous mutation shared references (fr in this isolate. This report extended the knowledge of the area of of Science). APV Occurrence and of the spectrum of hosts in the context of [ view related reco
http://apps.isiknowledge.com/full_record.do?product=WOS&search_mode=GeneralSearch... 15.10.2008 ISI Web of Knowledge [v.4.3] - Web of Science Full Record Stránka č. 2 z 2
genomic and morphologic variability of APV isolates. Document Type: Article References: 19 View the bibliography Language: English record (from Web of S Author Keywords: bird; APV; Mellopsitacus; Nymphicus; electron microscopy; DNA analysis Additional inform
KeyWords Plus: FLEDGLING BUDGERIGARS; NEUTRALIZING z View the journal's ANTIBODY; DISEASE; VIRUS; BIRDS; PARROTS factor (in Journal Reprint Address: Literak, I (reprint author), Univ Vet & Reports) Pharmaceut Sci, Fac Vet Hyg & Ecol, Dept Biol & Wildlife Dis, Palackeho 1-3, Brno 61242, Czech Republic Suggest a correc Addresses: If you would like to i 1. Univ Vet & Pharmaceut Sci, Fac Vet Hyg & Ecol, Dept Biol & the quality of this pr Wildlife Dis, Brno 61242, Czech Republic suggesting correctio 2. Vet Res Inst, Brno 62132, Czech Republic please fill out this fo Publisher: AMER ASSOC AVIAN PATHOLOGISTS, 953 COLLEGE STATION RD, ATHENS, GA 30602-4875 USA Subject Category: Veterinary Sciences IDS Number: 022KJ ISSN: 0005-2086
<< Back to results list Record 11 of 17 Record from Web o Output Record Step 1: Step 2: nmlkj Authors, Title, Source [How do I export to bibliographic management software?] gfedc plus Abstract nmlkji Full Record gfedc plus Cited Reference Save to other Reference Software
Please give us your feedback on using ISI Web of Knowledge.
Acceptable Use Policy Copyright © 2008 Thomson Reuters
http://apps.isiknowledge.com/full_record.do?product=WOS&search_mode=GeneralSearch... 15.10.2008 Patogeny volně žijících ptáků
Avipoxvirus Poxviry z čeledi Poxviridae patří viry s komplexním genomem a strukturou. Mohou být jak obalené tak neobalené. Kapsidy virionů mají morušovitý tvar o velikosti 200-250 nm. Genom tvoří lineární dvouřetězcová DNA o velikosti 130 - 375 tis bp kodující 200 proteinů. Replikace viru probíhá v cytoplazmě živočičných buněk, kde tvoří intracytoplazmatické inkluze typu A a B. Čeleď zahrnuje několik rodů mezi něž patří Orthopoxvirus, Parapoxvirus, Avipoxvirus, Capripoxvirus, Leporipoxvirus, Suipoxvirus, Molluscipoxvirus, Yatapoxvirus, a viry členovců z podčeledi Entomopoxvirinae. Mezi orthopoxviry patří virus vakcinie a onemocnění zde asociovaná jsou pravé a dětské neštovice. Parapoxvirus a capripoxvirus způsobuje onemocněni ovcí a koz. Leporipoxvirus představuje zástupce způsobujícího myxomatózu králíků. Suipoxvirus způsobuje mírné zato velmi časté onemocnění prasat. Do rodu Avipoxvirus se v současnosti řadí druhy fowlpox (FWPV) (8) a canarypox (CNPV) (242), které způsobují infekci celé řadě volně žijících i chovaných ptačích druhů (233). CNPV způsobuje onemocnění volně žijících i okrasných ptáků; onemocnění bylo popsáno u pěvců (83). Infekce CNPV probíhá jako generalizované ochoření provázené prolifarativními a nekrotickými změnami epitelu pokožky především na neopeřených částech (84, 206). Mortalita CNPV je vysoká, dosahuje až 100% a často jí nepředchází kožní projevy infekce (69, 84, 233). FWPV způsobuje především onemocnění drůbeže, ale napadá také holuby, kanáry a další druhy ptáků (97, 124). V případě, že se virus dostane do ptačího organizmu vdechnutím, vytváří se difterický povlak v zobáku, hltanu, hrtanu a někdy i v průdušnici (37, 97). V naší studii jsem se zabývali nákazou avipoxvirem u volně žijících ptáků, jak je podrobně popsáno v přiložené publikaci. Kožní léze způsobené avipoxvirem byly zachyceny u 4% z 244 vyšetřených pěnic černohlavých a u několika další pěvců jiných druhů. Proliferativní léze na nohách dvou pěnic byly dále došetřeny elektronovou mikroskopií, suspenze obsahující viriony byla naočkována na chorioalantoidní membránu (CAM) 9-denních kuřecích embryí a DNA izolát jak přímo z kožních lézí tak z vironů pasážovaných na CAM byl podroben sekvenční analýze a porovnán s vytvořenými konsensus sekvencemi FWPV a CNPV. Pomocí elektronové mikroskopie byla potvrzena přítomnost virionů avipoxviru
14 Patogeny volně žijících ptáků vznikající v intracytoplazmatických inkluzích typu A. Po několika pasážích bylo možné pozorovat patologické změny na CAM. DNA analýza úseku zahrnujícího polovinu genu pro tymidin kinázu + intragenovou oblast + malou část genu pro HTMP (host targeting motif protein) ukázala 98,8% shodu s konsensus sekvencí canarypoxvirů a jen 63% identitu s konsensus sekvencí fowlpoxivirů.
15 Downloaded By: [Kulich, Pavel] At: 11:58 21 January 2008 O:10.1080/03079450701805332 (online)/08/10101-07 DOI: 1465-3338 (print)/ISSN 0307-9457 ISSN 2007 September Tel: 12 addressed. Received be should correspondence whom *To genus the of poxviruses Avian Introduction ( blackcaps 244 of north- nine the This in lesions. in avipoxvirus lesions location of a skin presence at the in mist-netted for microscopy examined were were electron species birds 37 by The of Republic. demonstrated birds Czech was wild the of 1075 part 2005, eastern September to July From 1 Kulich Pavel ( blackcaps in Avipoxvirus Pathology Avian iess aut fVtrnr yin n clg,Uiest fVtrnr n hraetclSine,Palacke Sciences, Pharmaceutical and Veterinary of University Ecology, and 1 Hygiene Veterinary of Faculty Diseases, vnLitera Ivan oetcadwl id (Gough birds wild and domestic Pox osnu eune u vpxiu eunewspoe ob infcnl oecoeyrltdto related closely more fowlpox significantly the be to identical to analysis. 63% phylogenetic proven only by was but also fowlpoxviruses sequence, sequence field to consensus avipoxvirus of than canarypox was canarypoxviruses identification the sequence Our Our to Further sequence. nodules fowlpoxviruses. identical membrane. tiny and consensus Sequences 98.8% of canarypoxviruses chorioallantoic sequencing. form be both and the the reaction of to chain in on sequences found polymerase changes consensus using observed marked out with carried were a compared was were time virus after diameter cultured which adapted the in at of successfully days), and they mm was isolates 7 and 3 virus to components, The to 5 embryos. lasted virus The 2 chicken passage passage any found. by 9-day-old (each isolated contain of passages were was avipoxvirus 11 membrane not formations Blackcap chorioallantoic inclusions. did circular intracytoplasmic the These A-type on large of found. precursor into also the as concentrated were served inclusions structures mature In additional to filamentous method. addition so-called section in and ultrathin where, inclusions the lipids intracytoplasmic using viruses, in processed demonstrated were were avipoxviruses bioptates bioptates, skin skin Blackcaps prevalence). (4% examined lcrnmcocp savr sflmto o the for method useful avipoxviruses. very of examinations. a demonstration direct microscopy is microscopy histo- electron Electron clinical, Avipoxvirus on and rare. mainly based is pathological is infection diagnostics avipoxvirus infection systemic the the The of of 2003). Reed, section form & upper (Tripathy and tract oesophagus respiratory membrane cavity, mucous oral the the of on fibrous by other lesions as all proliferative well and as necrotic feathers, feet of crest, free relatively eyelids, areas the body on beak, the lesions around skin proliferative by characterized disease tagious properties biological and genetic greater in the viewpoints. characterized from be both to detail need of species, number avian a other in also infection cause which Avipoxviruses, fowlpoxvirus ( of chicken ( domestic turkey genomes the and are infecting (FPV) completely (Bolte quenced infection avipoxvirus al. to sensitive et are orders 23 of al. et n fcnrpxiu CP)(Tulman (CNPV) canarypoxvirus of and eeiayRsac nttt,Hdoa7,Bn 2 0 zc eulc and Republic, Czech 00, 621 Brno 70, Hudcova Institute, Research Veterinary ,Bn 1 2 zc Republic Czech 42, 612 Brno 3, vpxiue r h astv gnso ct con- acute of agents causative the are Avipoxviruses v iridae 97 Bolte 1997; , 99.Teaiovrsgnmshtet se- hitherto genomes avipoxvirus The 1999). , as neto nabodsetu of spectrum broad a in infection cause ) eegi gallopa Meleagris ´k Fbur 2008) (February 2 1* tal. et v Roubalova Eva , 99.A es 3 va species avian 232 least At 1999). , 37(1), v o (Afonso ) tal. et A 101 v ipox ´ 98 Tripathy 1988; , 2 107 ek Dubska Lenka , alsgallus Gallus v tal. et irus tal. et 2 3126.Fax: 732162163. 420 2004). , 2000) , (family # 08Huho rs Ltd Trust Houghton 2008 Syl ) v ´ aatricapilla ia oecnit fancei otiigtelna double- linear (Tripathy the DNA containing stranded nucleoid The a each. of body two centrally consists lateral core one are a containing core of There the up core. in cavities made biconcave is On electron-dense virion 1981). situated Cheville, the & cross-section, (Carter the microfilaments of made 250 iu atr n xt h elb udn through budding by the cell leaves the IMV exits The mature and infectious. intracellular factory is virus the and called (IMV), characteristic lateral virion is its two to by which mature sides to brick-shape, the begins at virion flattened The elongate bodies. ellipse, to called an that begins are form core structure to structures virion The circular circular virions. These a intracellular core. creating of the fine, meet, ends contains the opposite encircle crescent The to the material. begins electron-dense and slightly longer crescent gradually The visible crescent. is gets replication resembling first virion structure of membrane The course a cell the 1976). & in the appearing (Dales Morgan, structure in organelles 1961; cellular zones Siminovitch, no electron-dense containing are cytoplasm factories Virus (Novoa factories 2 2 4212.Emi:[email protected] E-mail: 541211229. 420 Oldr , ovrsrpiaintkspaei ocle virus so-called in place takes replication Poxvirus 250 brick-shaped, is poxvirus avian mature The 5 mi ie nissrae hr sa envelope an is there surface, its On size. in nm 350 ihSychra ˇich 2 eateto ilg n Wildlife and Biology of Department tal. et 2 05 Boulanger 2005; , Bedr , ) tal. et 1997). , ihS ˇich Syl ˇ mı v aatricapilla ia ´d tal. et 1 and 2000). , ´ho ) Downloaded By: [Kulich, Pavel] At: 11:58 21 January 2008 oia xmnto nSoai (Litera Slovakia histopatho- in and examination clinical by logical 1999 in documented first was ( blackcaps atricapilla in avipoxviruses of and analyses observations sequences microscopy electron and investigated, aeil n methods and Materials se- avipoxviruses known analysed. other phylogenetically and with quences compared Sequences chain sequenced. were partially polymerase were and using Avipoxviruses (PCR) analysed glutaraldehyde. reaction were in blackcaps fixed from of samples sections ultrathin tissue using this investigated of & morphogenesis was the avipoxvirus was (Rajchard and blackcaps, avipoxvirus from Republic study, preparations lesions native of in Czech present staining negative the the by demonstrated In in 2001). also Rachac, later and h yolsi ebaeo yclua cytolysis cellular by or membrane (Boulanger cytoplasmic the Kulich P. 102 faiovrslsosi id a efre tC at material. performed was of birds collection in 17 lesions and avipoxvirus examined of birds Location, lcrnmicroscopy. Electron analysis. DNA and isolation died. DNA avipoxvirus legs and suspect virus their at examination, sections with frozen on cadavers ultrathin were lesions bird infection nodular for the with afterwards, stored blackcaps Immediately two and During glutaraldehyde. netting, 3% scalpel containing the tube microfuge sterile a in a preparation with excision ht ufr otfxdi %OsO 1% in post-fixed at buffer, microscope kV.phate paper. 90 electron filtration of voltage 208 with accelerating Philips dried an and a was magnification under stain 000x 18 excess observed and were seconds, Sections few a for ufr,dhdae naeoe meddi Epon in embedded acetone, in dehydrated buffer), h upninatr1 o1 e,adtersda ae a re iha NH with of dried drop was A water paper. residual the filtration and of with sec, strip 15 from coated to removed 10 grid was after grid suspension a Each distilled The the with carbon. of staining. and covered drop (Sigma-Aldrich) was negative film a Formvar suspension for within resulting suspended cadavers The and water. frozen homogenized two was bioptate the from lesions oyeie t60 and Switzerland) at Fluka, ACM polymerized Durcupan, Germany; Serva, 812; (Epon ein,epcal ntelg,aon h ek,tecoceadon and and cloacae recorded, was the lesion skin beaks, Each abioptate1mm body. the the skin around of determined, proliferative parts legs, feathered to sparsely the were and given on visually birds attention was especially bird special lesions, The Each with wild. hour. examined, the into clinically every back released once and examined checked were nets ( blackthorn level. sea included above edge forest the spinosa were along nets ( species elder mist black dominant of Some growth mainly shrub stream. consisted The nets pastures. a the cattle along near adjoining edge aisle forest the forest along placed a across placed ( are nets spruces species common woody and dominant spp.) The forest. mixed ( a maples The the agriculture. with intensive covered of with is foothills area area populated Carpathian the Western densely the is are of It part Mountains. which westernmost Hills, the and Sub-Beskydian Beskyds, Western the in situated rnlaeaeadla irt n eeeaie ne hlp EM with Philips a stained under were examined microscope. were sections electron and 208 citrate The lead ultramicrotome. and acetate LKB uranyl an on knives 8 ltrleyefxdpee fsi eerne nMloi phos- Millonig in rinsed were skin of pieces Glutaraldehyde-fixed id eente rm2 uy20 o2 etme 05 n the and 2005, September 24 to 2005 July 29 from netted were Birds ntepeetsuy h rvlneo neto was infection of prevalence the study, present the In 59 ? n o oe( rose dog and ) )i h ot-atr ato h zc eulc C Republic. Czech the of part north-eastern the in E) Acer eepromd vpxiu nblackcaps in Avipoxvirus performed. were ) p.,Erpa se ( ashes European spp.), tal. et 3 nsz a ae rmi.Bottswr ae yan by taken were Bioptates it. from taken was size in tal et 8 o .Utahnscin eectwt glass with cut were sections Ultrathin h. 7 for C 00 Hatano 2000; , ipae mm 1 Bioptates . oacanina Rosa 20 ie abies Picea 8 o usqeteeto microscopy electron subsequent for C 4 .Telcto is30t 0 m 400 to 370 lies location The ). rxnsexcelsior Fraxinus ouin(nMloi phosphate Millonig (in solution 3 4 MoO .Brswr atrdi mist in captured were Birds ). nsz eetknfo skin from taken were size in tal. et 4 abcsnigra Sambucus a lcdot h grid the onto placed was 2001). , ´k ucpnmixture Durcupan ˇ ert’a tal. et ,ok ( oaks ), k(49 ´k Investigation 2001), , ˇ ,adthe and ), ert’a Quercus Syl 8 Prunus 34 kis ´k ? v N, ia rgoye troglodytes Troglodytes tus collybita Phylloscopus ined), examined), 4 examined), (45 major citrinella h negncrgo ewe hs w ee.PRwspromdas performed was PCR genes. (Thiel two previously these described and between CNPV114) region (FPV087, intergenic protein motif the 5 targeting the host of the part for small encoding a CNPV113), (FPV086, gene kinase 3 the amplify to o 4 lccp xmnd,a ela in as well as being examined), of blackcaps blackcaps suspected nine 244 in cloacae, of observed (of and were on confirmation infection especially eyes body, avipoxvirus the around and of parts legs, unfeathered lesions C on from birds lesions wild nodular in infection avipoxvirus of Findings Results oiie1eaie)and examined) positive/1 laris communis tae ntelsoso l iebakas The blackcaps. species. in bird other nine demonstrated the Neither were of all lesions viruses 4%. nodular other was of nor blackcaps lesions avipoxviruses in demon- prevalence the avipoxvirus was in presence strated avipoxvirus techniques, ultrathin and staining section negative the Using examined). five aayovrsswr sd(Thiel used were canarypoxviruses K. proteinase and 56 buffer at lysis overnight of lysed presence were pieces samples the small Tissue isolation. into DNA cut to were prior lesions Skin instructions. manufacturer’s the hcns n h rsneo hrceitcndls(ok)were (pocks) nodules characteristic cm (1 of section A presence macroscopically. Its evaluated removed. the was membrane and chorioallantoic the 37 thickness and at h days 3 7 for to cooled 5 embryos.then for chicken incubated were 9-day-old infected embryos of The pathogen (CAM) specific membrane on inoculated chorioallantoic was filtrate free The filter. centri- 4000 nm then 450 was at a were through min suspension and 30 The mortar for saline. a fuged phosphate-buffered in in grinding by suspended homogenized were cadavers isolation. Virus hlgntcaayi,wr are u sn hoa ie2.01 Lite Chromas using out Advance carried VectorNTI (Technelysium), were analysis, phylogenetic EU124667). number was (accession sequence GenBank acquired to the submitted and Biosystems) (Applied Analyzer Genetic lgmn erhTo BAT Ntoa etrfrBiotechnology for software. Center (http://www.ncbi.nlm.nih.gov/BLAST) (National Information) (BLAST) Tool Search Alignment Qae)adrsseddi 50 in resuspended and (Qiagen) rdcswr eune nbt tad,uigteAIPRISM ABI the using strands, both on sequenced were products n rmteCMcnann sltdvrsclueatrte11th the isolated was after DNA culture the NucleoSpin specimens, virus tissue using and isolated CAM containing both From sequence CAM passage. the and from sequencing and reaction, chain analyses. polymerase isolation, DNA for microscope electron avipoxvirus. the of under After presence made. studied were the was passages inoculation CAM 11 of CAM the total passage, for a way, each used this was In was passage. CAM next ml) the (0.25 for the of suspension part virus A of filter. filtered nm 450 rest the a through The filtered for and used assay. centrifuged was homogenized, avipoxvirus suspension The microscopy water. distilled electron in suspended and genized C rdcswr uiiduigaQIAquick a using purified were products PCR rmr eindt mlf N rmbt olovrssand fowlpoxviruses both from DNA amplify to designed Primers nlsso h curdsqecs nldn lgmnsand alignments including sequences, acquired the of Analyses oua ein eentfudin found not were lesions Nodular 2 examined), (23 topstv/6examined), positive/36 (two aiscollurio Lanius 4 examined), (44 N a sltdfo o knlsosfo w blackcaps two from lesions skin pox from isolated was DNA 1 examined), (13 oepstv/3examined), positive/13 (one au montanus Parus ? ipae fsi ein ae rmtetoblackcap two the from taken lesions skin of Bioptates at(bu n-af ftesqec ftethymidine the of sequence the of one-half) (about part † isekt(AHRYNGL,acrigto according (MACHEREY-NAGEL), kit Tissue udsmerula Turdus ieuahypoleuca Ficedula tal. et 1 examined), (12 3 examined), (39 g au caeruleus Parus 1 examined), (18 n 4 and oail cinerea Motacilla 2005). , eti familiaris Certhia tal. et m 8 eitle H redistilled l † .Tespraatwsfiltered was supernatant The C. 1 examined), (14 05.Teepieswr used were primers These 2005). , Ivtoe)adBscLocal Basic and (Invitrogen) rtau rubecula Erithacus 2 examined), (26 2 fteCMwshomo- was CAM the of ) † uccp striata Muscicapa udsphilomelos Turdus eihlscauda- Aegithalos ˇ C uiiainkit Purification PCR Syl ert’a rnlamodu- Prunella 2 examined), (24 2 examined), (23 2 .Prfe PCR Purified O. oepositive/ (one ? v ´ n ftegene the of end aborin ia k. 8 1 exam- (12 .Te were They C. Emberiza Nodular Syl Parus † (one 8 3100 Cin (16 v ia Downloaded By: [Kulich, Pavel] At: 11:58 21 January 2008 1 examined), (12 ined), pyrrhula eeoa nsaead20nm 200 and shape in oval particles were Virus bodies. electron-dense heavily as appeared the microscopy. Electron on underside, wing the breastbone. the of under flexure in- skins the abdominal blackcaps at and legs, seven digits, on beaks necroses, on remaining with around sometimes lesions, the and nodular cluded digits on and Findings legs eyes. on proliferative lesions frequent with skin emaciated, were birds the that and examined) amined), palustris examined), coccothraustes ined), examined), (four albicollis Ficedula examined), (six noeCMwtotteCMtiknn.Marked thickening. observed were CAM size the in without mm CAM 0.5 one nodules on white two were three uniquely pocks when passage, or of eighth form the seven at the first manifested in first the CAMs in on CAMs Changes and passages. in avipoxvirus staining demonstrate unable equally to were Negative techniques analysis poxviruses. section ultrathin pocks for show they The did characteristic CAMs. nor on thickened, not passages were seven membranes first the in demonstrated isolation. Virus (ar- 1e Figure 1f. in arrow). Figure shown and through 1d, rows) budding are by (Figure membrane cell host inclusion cytoplasmatic the leaving additional particles the Virus shown intracellular are bind viruses and Mature inside to 4). 3) nucleoids 1d, 1d, (Figure the viruses (Figure mature material of structures circular condensations granular the 2), fine 1), 1d, 1d, containing (Figure (Figure virus crescents structures The contained circular sections. 1d) ultrathin vf) (Figure 1e, using and factory captured 1d (Figure also 1d, factories were (Figure virus so-called material Additional The inclusions) protein Go). AI). only 1d, (additional contained (Figure complex inclusions particles forma- Golgi circular by virus contained formed also without 1h) Cells tions (Figure matrix. (Figure formations lipid circular (ATI) and have in filamentous arranged we of inclusions structures amounts 4), large viruses, cellular 1d, containing 1e,g,h) to A-type (Figure addition particles observed In virus avipoxviruses. intracellular of cycle developmental two and lb). barbell-shaped), 1c, (i.e. (Figure bodies which shape lateral co), in of 1c, biconcave (Figure types core Both was the mem- 1c). contained single (Figure particles observed virus a were with enveloped (IMV) particles brane (extracellular intracellular surfaces and viruses) their on membranes sporadi- 1b). observed particles (Figure were cally virus microfilaments Enveloped surface without 1a). arranged randomly (Figure with covered microfilaments was surface virion The iuliseto ftetobaka aaesshowed cadavers blackcap two the of inspection Visual h lrti etoscpue oesae fthe of stages some captured sections ultrathin The with particles virus extracellular sections, ultrathin In it europaea Sitta euu regulus Regulus nn examined), (nine oeexamined), (one iu canus Picus Syl v toexamined), (two rxcrex Crex acurruca ia au palustris Parus vpxiue rmbakaswr not were blackcaps from Avipoxviruses hlocpstrochilus Phylloscopus fv examined), (five heiuu phoenicurus Phoenicurus nngtv tiig iu particles virus staining, negative In svnexamined), (seven oeexamined), (one treexamined), (three ) oeexamined). (one oeexamined), (one rnil coelebs Fringilla edooo major Dendrocopos 1 examined), (10 ipli icterina Hippolais 5 o40n nsize. in nm 400 to 350 hlocpssibilatrix Phylloscopus leoatthis Alcedo outlanae Locustella sxexamined), (six Coccothraustes Acrocephalus egtexam- (eight fu exam- (four Pyrrhula oeex- (one (two (one v ia i o eutit hne faioais because acids, amino on (changes of substitutions synonymous changes either acid into were amino they result not the did of these isolates. some canarypox Both described in previously CNPV113). of appeared of sequences also 169 corre- position changes position on to methionine sponding of CNPV113, instead of isoleucine 107 threonine and position of to instead corresponding (isoleucine position acids on 97.6% amino differed two It was in and translation. only sequence consensus canarypoxviruses canarypox our to of identical both that translations showed of the fowlpoxviruses with sequences gene, 5 kinase consensus the thymidine represents the which of acids), amino (83 sequence ifro h rti ee,w aetasae our ad- translated NTI canar- Vector both have using of vance we fowlpoxviruses sequences and level, consensus ypoxviruses the protein and the sequence on differ fowlopoxviruses. canarypoxviruses to to than related closely fowlpox- more to the significantly proven all be was together, sequence from avipoxvirus branch Our clustered sequences. long virus a sequences by algorithm separated canarypoxvirus W being 3, Figure the Clustal in seen As the all method. phylogenetic joining on neighbour the the using based out construction carries tree which AlignX, software, lgmn plcto fteVco T advance NTI Vector sequence the multiple of the using application designed alignment was phylo- tree the genetic and aligned were sequences above-mentioned con- isolates. canarypox canar- our ypox sequenced the of previously in 262 from appeared and sequence variations sensus 221 the 65, 59, All 34, sequence). (positions pairs of base out five 404 in differed only sequence sequence the consensus canarypox Our the to from sequence. identical consensus to fowlpox 98.8% identical the 63% be only but to sequence, consensus found canarypox was sequences. consensus sequence fowlpox Our and were se- canarypox fowlpoxvirus compared both consensus then with of was the sequence and Our and separately. established canarypoxvirus aligned of were quences sequence, four our of to corresponding BLAST, using and obtained AY631870.1) and AY318871.1 M16617.1) X52860.1, D78347.1, (D86731.1, sequences and canarypox AF198100.1, D00321.1 AJ223385.1, AJ581527.1, (AF396867.1, analysis. Sequence (accession GenBank the in pair base EU124667). deposited nor 404 number isolates The was virus. field passaged differences the sequence two acquired of the sequence and the between The CAM in compared neither the sequenced. found mutually isolated were of and The were sample virus. amplified sequences the a was of from passage DNA 11th and the lesions containing skin pox microscopy Electron negative 2). the technique. using (Figure staining particles diameter avipoxvirus nodules in demonstrated and overlapping of mm thickened number markedly 2 large to was the a At with 1 CAM quadrupled. congested, had to the number grown passage, their and had 11th size, nodules in passage, mm thickened, 2 10th was the CAM at the observed were lesions proliferative h te bv-etoe uloiesubstitutions nucleotide above-mentioned other The odtriewehradhwtesuidsequences studied the how and whether determine To oseiyterltosbtenpriua iue,the viruses, particular between relations the specify To the of samples two from DNA total isolated have We † otae oprn h rnlto four of translation the Comparing software. ein fsvnfwpxsequences fowlpox seven of Regions A v ipox v rsi lccp 103 blackcaps in irus ? end † Downloaded By: [Kulich, Pavel] At: 11:58 21 January 2008 0 .Kulich P. 104 tal et . iue1( 1 Figure Continued ) Downloaded By: [Kulich, Pavel] At: 11:58 21 January 2008 iue1. Figure of conse- time the fatal at have especially birds, even infected therefore the food. for collecting can quences birds when hinder handicap may particularly legs This movement, of parts their Proliferative distal in the infection. on avipoxvirus lesions skin of form of cutaneous source accuracy. the of identify degree to any of or with place for as birds infection the their infected and determine well the study, to of as impossible our origin was birds in it reason examined nesting is that were It locally birds regions. both migrating Mediterranean that southern probable popula- in Czech from winter winter birds that tions the birds indication from an of Findings among are Republic. findings months Czech ranks of the number which in direction highest ringed Cyprus, the south-easterly and with countries Minor in Asia migrate across and Republic the their August in populations Czech in leave the from grounds birds They of wintering Majority September. 1983). for (Hudec, grounds Sahara. nesting border the the to forest of lowlands the upper from south Republic, entire Czech the the the over of in nest territory to abundantly and Africa nesting regularly and Blackcaps in Mediterranean birds the down in passerine further winter usually common They Europe. are Blackcaps Discussion 24 in translation consensus fowlpox identity). (72% of positions correspond- the region from differed the ing sequence in sequence). our not our contrast, of were 262 In or position sequence) on (changes our region of coding 65 and 59 positions a blackcap by caused numerous with pocks and congested thickened, markedly CAM passage. 2. Figure ehd 1)en (1a) method: ois(b n en and (lb) bodies v ope G) 1)AIcontaining ATI (1e) (Go); complex mature intracellular factory (1f) mature lmnossrcue fi,lpddolt l)ado nrclua mature intracellular of and (ld) droplets lipid (fi), structures filamentous rswtotsraemcolmns lcrnmcorps lrti etos 1)itaellrmature intracellular (1c) sections: ultrathin micrographs, Electron microfilaments. surface without irus ein on nbakaswr hrceitcfrthe for characteristic were blackcaps in found Lesions v rspril bann netra ufc en surface external an obtaining particle irus * v rsprils(M)adlpddolt;ad(h detailed (1h) and droplets; lipid and (IMV) particles irus rset() iclrsrcuewt n rnlrmtra 2,cnesto fncei nieo h iclrsrcue(3), structure circular the of inside nucleoid of condensation (2), material granular fine with structure circular (1), crescent A oklsoso hce A uigte11th the during CAM chicken on lesions Pock v ipox v eloped v v rssfo lccp.Mrhgnssdcmne yeeto irsoy lcrnmcorps negati micrographs, Electron microscopy. electron by documented Morphogenesis blackcaps. from iruses lp arw;(d tgso de of stages (1d) (arrow); elope v rs() h diinlclua nlso otiigpoenmaterial, protein containing inclusion cellular additional the (4), irus v rs ufc co surface irus, v ipox v irus. v rss irfiaet,lpdmatrix, lipid microfilaments, iruses, v rdwt admyarne irfiaet hrceitcfra for characteristic microfilaments arranged randomly with ered v lp hl lea while elope v lpetcceof cycle elopment v n h otcl;(g -yeitayolsai nlso,containing inclusion, intracytoplasmatic A-type (1g) cell; host the ing v bevtos uut20) noeo h atrcases, latter the of one In 2007). Bartonı August J. observations, 2004; August observations, or family Sylvidae the number large of a birds including locality, of that at netted species even populations. possibly bird sensitive or young, in their persist 2000), and may parents between Owens, contact direct & through (Ritchie, through (Proctor and, population crusts may the vectors virus of skin members the dry some that in likely survive in very appears years therefore form It even 1995). latent or a months in for In exist immunity. may cellular (Deem avipoxviruses by played birds, is some elimination virus in blackcaps two the research. of field ill our death during infec- conditioned overall avipoxvirus have the may The the by tion all caused consequences. debilitation survived and any others health as the without manner and were same netted, handling the birds birds in other the handled the were infected although two They of discovered, emaciated. deaths were the for blackcaps reasons migra- specific and No nesting tion. during expenditure energy increased etme 03 .Haluzı M. 2003; September Kla J. 2003; Hroma M. 2003; Z September (P. observations, Slovakia unpublished personal Poland 2004), Goedecke, Jendra, south-east (A. 2001), (M. Germany been September have central communication, lesions field in nodular of found Blackcaps avipoxvirus number Europe. probably Central a with in infection by operating avipoxvirus an photo-documented ornithologists be of been char- form might Lesions skin have than date. the to least, for published acteristic at papers Europe from assumed Central scientifically in was frequent, Republic in Czech infection assay. avipoxvirus avipoxvirus by the demonstrated study, in in present tested blackcaps the Czech that the In to in 2001). different blackcaps (Litera 14 location 1999 of August a one from in histologically and SlovakiaRepublic and in 1999 tested July blackcaps found 81 in of been one in far only confirmed so have blackcaps species blackcap. is the found for avipoxvirus the specific that indicate to appears in,Arl20)adi te lcsi h Czech the Kova in V. places Au- 2002; other observations, gust unpublished in Stolarczyk, and (J. Republic 2004) April Procha tions, P. 2003; July vations, e fitayolsai nlso otiiglreaon of amount large containing inclusion intracytoplasmatic of iew v v oaiovrslsoswr on nayohrbird other any in found were lesions avipoxvirus No role Major recover. may lesions skin slight with Birds vpxiu netoswl rbbyb uhmore much be probably will infections Avipoxvirus in lesions nodular typical with infections Avipoxvirus rsprilsi nrclua oprmn ecie as described compartment intracellular in particles irus rsfcois( factories irus v rss(IMV). iruses tal. et ´ps 97 iaoih 99 n a survive may and 1999) Ciganovich, 1997; , ˇte ,upbihdosrain,Ags and August observations, unpublished ˇ, v do nulse bevtos August observations, unpublished ´dko, v )and f) rssbnigt h nlso arw,Golgi (arrow), inclusion the to binding iruses ´k ´r ,upbihdosrain,July observations, unpublished ˇ, v tal. et rssbdigfo h el(arrows); cell the from budding iruses ˇ d’a k&E Pernicka E. & ´k 01 acad&Rachac, & Rajchard 2001; , A rk nulse obser- unpublished ´rek, za nulse observa- unpublished ´zka, v ipox v v ipox rswt oe(o,lateral (co), core with irus v v rsi lccp 105 blackcaps in irus rss 1)en (1b) iruses; Syl ´c e,unpublished ˇek, v ia ,unpublished ´, eu.This genus. v staining e v eloped v irus Downloaded By: [Kulich, Pavel] At: 11:58 21 January 2008 inlicuin u eddntosreayvirus any observe not did addi- we that on but particles inclusion, virus of tional binding observed Stannard corre- by have filamentous inclusions described results these additional to of spond of findings image the The shows structures. microscopy fi) large (label electron circular 1h of Figure first in ATI. discovery arranged of the inside structures formations was filamentous of interesting number Very ATIs. of material. transform protein and ATIs. virus inclusions into electron-dense additional contain them such not only enter did Viruses that but cells particles infected in inclusions 98.Vrssetrn og ope cur a of acquire inclusion complex intracytoplasmic Stannard A-type. Golgi an the form a and entering membrane Viruses 1998). iue3. Figure arxadflmnossrcue (Stannard virion’s structures lipid the a filamentous is containing and complex membrane Golgi matrix extended a on acquiring binding of Another by membrane. possibility cell cytoplasmatic the the from through released budding is virion enveloped Thus 2000). (Sadasiv FPV and CNPV Boulanger on 1985; results studies with existing consistent are of blackcaps avipox- in in of infection replication stages virus individual natural respects, during avipoxviruses most cells In of blackcaps. in behaviour stages their maturation and different they monitor until and grounds. wintering period, their for nesting with again depart location the a through wintering monitor at from grounds, arrival to population their from desirable defined prevalence avipoxvirus seems a of it blackcaps blackcaps, field avipoxvirus in of of importance infection the and activity infection post-nesting dynamics avipoxvirus prevalence of of increased viewpoint time the the From as migrations. at of ringers) well degree (bird ornithologists a as to blackcap’s due European populations be Central post-nesting among may the dynamics This from infection (i.e. observed period). September migration were to to July lesions the nodular from avipoxvirus probably histological by published). confirmed not (data was testing aetiology avipoxvirus ceso ubr r eerdt) nldn u slt E146) h acltddistance calculated The (EU124667). isolate our number. accession including sequence to), the referred following are numbers accession Kulich P. 106 lsi eils(Stannard vesicles cyto- from plasmic membrane complex-derived an Golgi acquire additional particles avipoxvirus Mature inclusions. virus uigoreaiain,w aefudlrenumber large found have we examinations, our During rnmsineeto irsoyalwdu to us allowed microscopy electron Transmission or demonstrably are that findings the of Most ehv bevdtefraino neoe n of and envelopes of formation the observed have We hlgntcte fa lgmn fa44bs arrgo fDAsqecsfo 2a 12 from sequences DNA of region pair base 404 a of alignment an of tree Phylogenetic tal et tal. et . 2000). , tal. et tal. et 19)dsrbdadditional described (1998) 98 Boulanger 1998; , tal. et 19) We (1998). tal. et tal. et tal. et , , , References by and the of Sports Republic. Agriculture Czech of and Ministry Youth the from Education, 0002716201 MZe from of MSM6215712402 Ministry grant by the funded was study This Acknowledgements by field. (e.g. confirmed this other motives be in to targeting investigation in has further host assumption differ the this of might but CNPV114), one virus as passaged such regions, the the not that of presume probably We sequence specificity. is host region virus analysed field for of important the sequences that the shows from differ isolates not did virus passaged Galliformes. order to that (order belong that canaries fact turkey hosts) and as (FPV chicken the order domestic to with same contrary the Passeriformes), fowlpox- consistent to to is belong blackcaps than finding canarypoxviruses This have sequences viruses. to analysed relation The strain. could same closer same viruses the the analysed to have both belong blackcaps that from suggesting sequences, obtained isolates field leaving budding. viruses by cellular recorded are cells after sporadically particles only have We inclusion Virus cytolysis. the inclusion. from released virus probably a leaving particles ae,S iioic,L 16) h eeomn fvcii iu in virus vaccinia of development The (1961). L. Siminovitch, & S. Dales, atr ...&Ceil,NF 18) slto fsraetblsof (1999). tubules E.A. Ciganovich, surface of Isolation (1981). N.F. Cheville, & J.K.V. Carter, and Morphogenesis (2000). M.A. Skinner, & T. of Smith, spectrum D., host Boulanger, Avian (1999). E.F. Kaleta, & J. Meurer, A.L., Bolte, fno .. umn .. u . sk . uih ..&Rock, & G.F. Kutish, L., Zsak, Z., Lu, E.R., Tulman, C.L., Afonso, alsLsri el seaie yeeto microscopy. electron by Cytology examined Biochemie as Biophysical cells strain L Earles Survey. Geological States United 3815 rcdrsadDsae fBirds of Diseases and Procedures virus. fowlpox 687. fowlpoxvirus. of release avipoxviruses. ..(00.Tegnm ffw poxvirus. fowl of genome The (2000). D.L. h atta euneo N sltdfo the from isolated DNA of sequence that fact The analysed both that show data DNA introduced The 3831. A A v v a Pathology ian a Diseases ian il aulo idieDsae eea Field General Disease, Wildlife of Manual Field ora fGnrlVirology General of Journal v , v le r pcfidi parentheses in specified are alues , 25 , ipox 28 10 454 , 415 , p.163 (pp. 475 , v rss(uloiedatabases (nucleotide iruses 462. 432. 503. 7) ahntn DC: Washington, 170). ora fVirology of Journal , 81 P ) 675 3), (Pt ora of Journal , 74 , Downloaded By: [Kulich, Pavel] At: 11:58 21 January 2008 em . er,D o,J 19) va o nEsenScreech Eastern in pox Avian (1997). J. Fox, & D. Heard, S., Deem, og,RE,Aeadr .. oln,MS itr ..(1988). S.A. Lister, & M.S. Collins, D.J., Alexander, R.E., Gough, aao . ohd,M,Uo . ohd,S,Oaue . n,K., Ono, N., Osafune, S., Yoshida, F., Uno, M., Yoshida, Y., Hatano, ue,K E..(1983). (Ed.). K. Hudec, ogn .(96.Vcii iu exmnd eeomn and development reexamined: virus Vaccinia (1976). C. Morgan, Litera rco,HC wn,I 20) ie n id:dvriy parasitism diversity, birds: and Mites (2000). I. Owens, & H.C. Proctor, & H. Granzow, J., Fontana, R., Arranz, G., Calderita, R.R., Novoa, acad .&Rca,V 20) ido idpx( bird-pox of Find (2001). V. Rachac, & J. Rajchard, 323 wsadBre wsfo Florida. from owls Barred and owls otn iu slto rdtcini h igoi fdsae in diseases of diagnosis the in detection birds. or isolation virus Routine aaa .&Ni .(01.Bdigo olo n pigeonpox and fowlpox cells. of 50 infected Budding of surface (2001). the at S. viruses Nii, & M. Yamada, Czechoslo release. aa,A 20) vpxiu neto nwl id:nwfindings new Poland. birds: and wild Slovakia in from infection Avipoxvirus (2001). A. Haman, n coevolution. and for organelles cell 172. of morphogenesis. and associations replication factories: viral Virus (2005). C. Risco, lccp( blackcap 2,113 (2), k . aoza . Hroma R., Halouzka, I., ´k, 327. va Pathology Avian Virology v Syl ka Birds akia, 124. v aatricapilla ia , 73 rnsi clg n E and Ecology in Trends 1,43 (1), i zc)(.74.Pau:Academia. Prague: 704). (p. Czech) (in ] , an SR Pta CSSR, Fauna 17 893 , ). 58. caVtrnraBrno Veterinaria Acta eeiayMedicine Veterinary do . oz,M,Pnwk,B & B. Pinowska, M., Honza, M., ´dko, 907. ora fWllf Diseases Wildlife of Journal ilg fteCell the of Biology ora fEeto Microscopy Electron of Journal ´ci v * olution A v s dı es, * , , 70 15 Czech v lIII/1 ´l roaa ariola 339 , 358 , , , 97 46 [ 344. 364. an of Fauna 2,147 (2), v ,78 ium , )in 33 79. , , rpty ..&Re,WM 20) o.I .Cle,H ans C. Barnes, H. Calnek, B. In Pox. (2003). W.M. Reed, & D.N. Tripathy, of Morphogenesis (1985). G. Gulka, & P.W. Chang, E.C., Sadasiv, rpty ..&Re,WM 19) o.I ..Si,HJ Barnes, H.J. Saif, Y.M. In Pox. (1997). W.M. Reed, & D.N. Tripathy, ici,BW (1995). B.W. Ritchie, umn .. fno .. u . sk . uih ..&Rock, & G.F. Kutish, L., Zsak, Z., Lu, C.L., Afonso, E.R., Tulman, (1998). K.R. Dumbell, & D. Kow, D., Marais, L.M., Stannard, he,T,Wiea,NK,Tirape N.K., Whiteman, T., Thiel, er,L cogl .Si (Eds 253 Saif (pp. Y. & McDougald L. Beard, Press. University poultry of Diseases bodies. inclusion into Research Veterinary entrance of its Journal and poxvirus canary Inc. Publishing, Wingers FL: Worth, Lake 311). ..Gisn ..Fde,RL cogl ..Sam (Eds Swayme D.E. & McDougald R.L. Fadley, A.M. Glisson, J.R. 78 ..(04.Tegnm fcnrpxvirus. canarypox of genome The (2004). D.L. cells in poxvirus penguin a origin. of mammalian replication of complete in for Evidence aayo-ievrssifcigedmcbrsi h Gala the in birds endemic Islands. infecting viruses canarypox-like Uzca T., Walsh, 1646. 1,353 (1), ora fWllf Diseases Wildlife of Journal 6) ms oaSaeUiest Press. University State Iowa Ames: 269). 366. tgi ..&Pre,PG 20) hrceiainof Characterization (2005). P.G. Parker, & G.J. ´tegui, A v 1hen(p 253 (pp. edn 11th a Viruses ian ora fGnrlVirology General of Journal , 46 A ,A,Bqeo .. Ceden M.I., Baquero, A., ´, * 2,529 (2), v , ucinadControl and Function ipox 41 . ), 2,342 (2), iesso poultry of Diseases v rsi lccp 107 blackcaps in irus 6) ms oaState Iowa Ames: 269). 535. ora fVirology of Journal 353. , 79 P ) 1637 7), (Pt p.285 (pp. American 1hedn 11th ´pagos ˜ ,V., o, . ), , Ptáci v epidemiologii onemocnění člověka
2. Úloha volně žijících ptáků v epidemiologii lidských infekčních chorob
Ptáci jsou hostitelem různých mikroorganizmů patogenních pro člověka způsobujících onemocnění shrnutých do skupiny zoonóz. Ve většině případů jde o nákazy přenášené bezobratlými živočichy, kteří parazitují na různých obratlovcích včetně člověka a ptáků. Součástí vývojového cyklu těchto parazitů je často amplifikace v ptačím těle. Díky své schopnosti překonávat rychle velké vzdálenosti pak ptáci šíří patogeny (pomnožující se v ptačím organizmu nebo v hostiteli- členovci ektoparazitujícím na ptačím těle) na nová místa. Na ptácích saje řada členovců včetně klíšťat (Ixodes, Haemaphysalis, Dermacentor, Amblyoma), blech a komárů. Mikroorganizmy byly zařazeny do této kapitoly vzhledem k jejich patogenicitě vůči člověku, přičemž ve většině případů probíhá infekce ptačího organizmu asymptomaticky a volně žijící ptáci tak slouží jako distributor onemocnění, jehož úloha je známá nebo je předmětem studia.
Výzamným onemocněním člověka spojeným s ptačími jedinci je západonilská horečka, jejímž původcem je virus z čeledi Flavoviridae - virus západonilské horečky (West Nile virus - WNV). Tento patogen je rozšířen v Africe, na Středním východě, v Asii, jižní Evropě a v posledních letech i Severní Americe. Virus infikuje ptáky a z klinického hlediska jsou významné nákazy člověka a koní. Virus západonilské horěčky patří mezi balené viry se sférickou strukturou. Jeho genetická informace je ve formě jednořetězcové pozitivní RNA o délce 11 - 12 tis nukleotidů. Replikace viru probíhá v cytoplazmě v blízkosti endoplazmatického retikula, kde jsou následně viriony skládány a uvolňovány exocytózou z buňky (54). Inkubační doba je obvykle 3 – 15 dnů od štípnutí infikovaným komárem. Iniciální replikace viru probíhá v mízní uzlině u místa štípnutí a viriony mohou dosáhnout retikulo-endoteliáního systému (54), přičemž toto probíhá u člověka zpravidla inaparentně pod obrazem lehkého horečnatého stavu. V některých případech nastává druha vlna virémie, což bývá spojována s propuknutím západonilské horečky u 15 - 20% případu, která se projeví jako náhle se objevující febrilie nad 39 °C doprovázené třesavkou, bolestí hlavy, kloubů a svalů, kašlem a bolestí v krku, nechutenství a zvracením (47). U asi 1% nakažených virus napadá CNS,
22 Ptáci v epidemiologii onemocnění člověka replikuje se v neuronech, vyvolává zánět a lymfocytární infiltraci mozkového kmene a míchy a infekce se tak projeví jako meningoencefalitida, encefalitida, meningitida či myelitida doprovázené vysokou horečkou a svalovou slabostí (125, 140, 208). V těchto případech je nákaza virem západonilské horečky spojena s úmrtími s rizikovou skupinou starších osob (113). U koní je nákaza WNV spojena s ataxií, svalovou slabostí, ztrátou zraku (120). U mrtvých nakažených ptáků bylo prokázáno napadení neuronů a gliových buněk CNS i periferních ganglií s projevem masivního krvácení do mozku, splenomegalie, meningoencefalitidy a myokarditidy (224). WNV byl izolován z komárů 11 rodů (111), přičemž nejvýznamnějším je rod Culex, jmenovitě Culex antennatus, C. univittatus, C. pipiens (112), jelikož v těchto komárech může dojít k replikaci viru a transportu virionů do jejich slinných žlaz. Komáři šíří virus mezi ptáky, kde se virus amplifikuje, a savci, jež jsou zpravidla koncoví hostitelé. Virus byl izolován z mnoha ptačích druhů Starého světa mezi nimi vrány, holubi, kachny, čírky, racci, špačci, vodouši, lysky, volavky, ibisi, čápi bílí a husy domácí (110, 175, 244, (156). Náhlý výskyt WNV v New Yorku byl odhalen na základě úhynu tisíců ptáků a to jak volně žijících (vrány, havrani, sojky, straky) tak i exotických v zoologických zahradách v Bronxu a Queens (80, 156, 224). V experimentálních podmínkách byl prokázán přenos na komára ze sojky chocholaté, vlhovce nachového, hýla mexického, vrabce domácího, vrány americké (127). Přestože se před rokem 1997 považoval tento virus nepatogenní pro ptačí populaci, považuje se nyní úhyn ptáků za klíčový indikátor šíření WNV Severní Amerikou. WNV byl poprvé izolován v Ugandě v roce 1937 (219). Od té doby byl považován za méně významný arbovirus probíhající u nakažených savců asymptomaticky či způsobující mírné horečnaté onemocnění. V Egyptě v deltě Nilu bylo v 50. letech odhadováno 40% populace séropozitivních (220) stejně jako byl znám výskyt protilátek u evropské populace v 60. - 80. letech (110). První epidemie encefalitidy se objevily v 50. letech v Izraeli a v 1962-63 ve Francii postihující jak koně tak i člověka (173, 257). Epidemie onemocnění se objevila v roce 1994 v centrálním Alžírsku, v roce 1996 v Maroku, v roce 1997 v Tunisku a v roce 2000 se 35 úmrtími v Izraeli (138, 173). Významné propuknutí encefalitidy a meningitidy spojené s infekcí WNV bylo zaznamenáno v Rumunsku v roce 1996 (240). Sporadické případy byly zaznamenány v České republice v roce 1997 (111). Další
23 Ptáci v epidemiologii onemocnění člověka epidemie se 40 úmrtími následovala v oblasti Volgogradu v Rusku v roce 1999 (155, 193). Onemocnění koní byla popsána v roce 1998 v Itálii a o rok později ve Francii (18, 174). V létě 1999 se infekce poprvé objevila na západní polokouli ve městě New York (4) a následně se rozšířila po USA a Kanadě. Fylogenetická studie ukázala, že tento kmen byl do New Yorku zavlečen ze Středního východu (85). Ve Spojených státech je situace pečlivě monitorovaná centrem pro kontrolu a prevenci onemocnění (Centers for Disease Control and Prevention) a epidemiologická situace ukazuje rychlé rozšíření infekce v novém terénu.
Obrázek 1: Graf vytvořený z údajů CDC shrnující incidenci WN-postižení CNS a úmrtnost v USA.
3500
3000 umrtí 2500 meningitida/encefalitida ů
2000 ípad ř
et p 1500 č
po 1000
500
0 1999 2000 2001 2002 2003 2004 2005 2006 2007
V roce 2002 se patogen dostal do oblast Karibiku, kde přes rozšířenou séropozitivitu u koní a ptáků nezpůsobil žádné klinicky relevantní případy onemocnění člověka (64, 65, 128, 149). Předpokládá se, že heterologní imunizace jihoamerické populace díky přítomnosti jiných flavivirů se podílí na rezistenci vůči onemocnění WNV (234). Propuknutí onemocnění v roce 2002 také odhalilo, že člověk se může nakazit cestou podaného krevního derivátu či orgánové transplantace od asymptomatických dárců (2). Od června 2003 se proto v USA a Kanadě testují krevní deriváty na přítomnost nukleové kyseliny WNV (1, 3). Česká republika se řídí Direktivou EU 33/2004 a doporučením Rady Evropy, která požadují dočasné (4 týdny) vyřazování osob potencionálně exponovaných WNV
24 Ptáci v epidemiologii onemocnění člověka z dárcovského programu, což se týká dárců, kteří navštívili oblast, kde je tento virus přenášen na lidi (v roce 2005 USA a sever Portugalska) (243). Ptáci působí nejen jako hostitel a amplifikátor tohoto viru ale také jako vektor viru na dlouhé vzdálenosti. Z hlediska časového i místního se zdá propuknutí onemocnění být podmíněno průsečíkem výskytu komárů a migrace tažných ptáků (112, 177, 264) a tažní ptáci hrají klíčovou roli při šíření patogena do nových oblastí. Protilátky proti tomuto patogenovi byly zachyceny u mnoha ptačích druhů Starého světa (43, 143), WNV byl izolován z některých ptačích jedinců a virémie byla zaznamenána u několika ptačích druhů (247). Epidemie v New York City a následné šíření viru po Severní Americe byly doprovázeny masivním uhynem ptáků, především vran (224), zatímco při propuknutí onemocnění na východní polokouli byly dokumentovány případy postižení ptačích jedinců jen zřídka (111), což může být vysvětleno náhlou invazí patogena do ptačí populace Severní Ameriky bez předchozí expozice WNV případně jiným flavivirům a na druhé straně dlouhodobou adaptaci ptačích druhů Starého světa. Náchylnost k onemocnění s fatálním průběhem se zdá být také větší u juvenilních ptačích jedinců (17, 264). Vnímavost k WNV má také mezidruhovou variabilitu, příkladem je zvýšený dopad infekce WNV na populaci v severní Americe Corvus brachyrhynchos (46) a vysoké procento séropozitivních vran Corvus corone v egyptské studii (264).
Významnou úlohu hrají ptáci při přenosu dalšího flaviviru a tím je virus východní koňské encefalitidy (EEE), jehož přenašečem jsou opět komáři. Onemocnění se projevuje postižením CNS a je v současnosti rozšířené také v severní Americe. Stejně jako WNV se tento patogen pomnožuje v těle různých druhů ptačích hostitelů (96, 245). Dalším flavivirem přenášeným členovci, tentokrát klíšťaty, je virus klíšťové encefalitidy (TBEV), jež byl v malé prevalenci zachycen u klíšťat sajících na ptácích v recentní švédské studii (252). Ptáci hrají jistou úlohu také v epidemiologii krymsko-konžské hemoragické horečky, jejímž původcem je zástupce z čeledi Bunyaviridae, který je přenášeny klíšťaty (19, 55, 107, 267). Onemocnění se projevuje náhlou horečkou, myalgiemi, hepatitidou, petechiemi a dalšími hemoragickými příznaky a vysokou úmrtností (60, 68). Volně žijící ptáci hrají nezastupitelnou úlohu také v epidemiologii viru chřipky (influenza A) z čeledi Orthomyxoviridea (241). Viry ptačí chřipky jsou subtypy téhož viru, které se preferenčně replikují v ptačích buňkách. Zpravidla ve východní
25 Ptáci v epidemiologii onemocnění člověka
Asii dochází ke genové rekombinaci lidských a ptačích subtypů v buňkách prasat koinfikovaných oběma patogeny, čímž vznikají nové virulentní kmeny. Virus ptačí chřipky z posledních let je podtypem viru inflenzy A H5N1, který se vyznačuje vysokou patogenicitou pro ptačí jedince (185).
Bakteriálních onemocnění člověka, kterým je věnována tato část, jsou způsobené patogeny, které jsou přímo distribuování ptactvem nebo jsou přenášeny prostřednictvím členovců, zpravidla klíšťat, do jejichž životního cyklu ptáci patří či se jejich role zkoumá.
Z hlediska enteropatogenních druhů bakterií přenášených ptáky je třeba zmínit salmonely a kampylobaktery. Oba patogeny způsobují akutní enteritidy u člověka, aniž by se symptomy projevily u ptačích přenašečů (90). Nákaza salmonelózou je známá především prostřednictví infikovaných vajec domácí drůbeže, nicméně Salmonella enterica byla zachycena u volně žijících ptáků včetně racků, kačen, rybáků, a některých druhů pěvců (201). U salmonel přenášených racky chechtavými byly navíc prokázány geny zodpovědné za rezistenci k antibiotiků (48). U racka chechtavého byla prokázána přítomnost i enterobakterie Campylobacter jejuni (39) stejně jako u vodní drůbeže (5) a další bakterie tohoto rodu byly zaznamenány u tažných ptáků ve švédské studii, přičemž byla zachycena asociace mezi ptačím druhem a prevalencí jednotlivých bakterií (251). Ptáci tak hrají roli jako zdroj bakterií lidské enteritidy včetně aspektu rezistencích kmenů a to převážně ve spojení s vodním prostředím.
Hemolyticko uremický syndrom (HUS) – enterohemoragická kolitida (178). HUS je onemocnění charakteristické neimunitní hemolytickou anémií, trombocytopenií a ledvinovým postižením (87). HUS rozdělujeme na převažující případy Stx-HUS a heterogenní skupinu non-Stx-HUS, kde Stx označuje Shiga-like toxin neboli verotoxin neboli verocytotoxin produkovaný určitými kmeny Escherichia coli (VTEC - verotoxin-producing E. coli). Non-Stx-HUS tvoří heterogenní skupinu, která může mít podobu sporadických případů či případů s familiálním výskytem, je spojena s abnormalitami regulace systému komplementu a má špatnou prognózu.
26 Ptáci v epidemiologii onemocnění člověka
Infekce VTEC může způsobit u pacienta spektrum onemocnění od asymptomatické infekce, přes nekomplikovaný průjem, hemoragickou kolitidu až HUS. Z kmenů produkující verotoxin je s HUS nejčastěji spojován sérotyp O157:H7. Z ostatních sérotypů E.coli to jsou O111, O26 (27). VTEC produkují dva odlišné verotoxiny (Shiga toxiny), a to Shiga toxin-1 (Stx-1) a Shiga toxin-2 (Stx-2). Velice záhy po expozici dojde k vazbě toxinů ke specifickým glykoproteinovým receptorům. Po vazbě toxinu následuje jeho intracelulární transport, inaktivace ribozomů, inhibice proteosyntézy, při postižení endoteliálních buněk v ledvinách hraje roli i vysoká koncentrace zánětlivých cytokinů. V důsledku postižení endotelu cév je omezena produkce prostacyklinu, dalším důsledkem dysfunkce vaskulárního endotelu pacientů s HUS je nález neobvykle velkých multimerů von Willebrantova faktoru v plasmě, které mají omezenou cirkulaci a hromadí se v endoteliálních buňkách. Zjednodušené schéma renální patogeneze HUS je následující: shlukující se trombocyty v místě postiženého endotelu – vznik intravaskulární koagulace – hemolýza v mikrovaskulárních trombech – snížení průtoku až kompletní blokáda glomerulárních kliček i porucha prokrvení peritubulární kapilární sítě – zástava glomerulární filtrace a hypoxické poškození tubulárních buněk – akutní selhání ledvin (14, 30, 87). Systematické sledování významu VTEC v etiologii HUS v České republice ukázalo, že VTEC (kmeny O157:H7, O26:H11) jsou zodpověděné až za 75% klasických dětských HUS léčených v ČR (29). Nejdůležitějším rezervoárem VTEC je hovězí dobytek, ale i ovce, kozy, prasata, kočky, psi. Způsob přenosu patogenů na člověka je kontaminovanými či nedostatečně tepelně zpracovanými potravinami, kontaminovanou vodou, přímým interpersonálním přenosem. Incidence HUS v České republice se dle našich údajů pohybuje u dětí do 15 let věku kolem 1,5/100 000 (32). Kmeny VTEC O157 byly izolovány z výkalů volně žijících ptáků vyskytujících se na zahradách a v přímořských oblastech Velké Británie (73, 256), z holubů žijících v oblasti Neapole (209), v chovech nosných slepic v jižní Itálii (56). Asociace mezi HUS, který propukl u 15 případů dětí v severní Itálii, a kontaktem s kurníky byl popsán v roce 1993 (238). Kmeny E. coli O157, které neprodukovaly verotoxiny, byly izolovány z mnoha zdrojů včetně výkalů volně žijících ptáků na farmě v Ohiu (258). Potenciální klinický význam tohoto nálezu je jednak ve schopnosti netoxigenních kmenů
27 Ptáci v epidemiologii onemocnění člověka vyvolat gastrointentistinální onemocnění (108) a především v potenciální virulenci těchto kmenů po lyzogenizaci stx-konvertujícím bakteriofágem (13, 26, 258). V zemích s vysokým užíváním antibiotik jak v chovech hospodářských zvířat tak v humánní medicíně dochází rychle k selekci kmenů E. coli resistentních k antibiotikům, jejichž výskyt byl mimo jiné i u volně žijících druhů ptáků, kteří se vyskytují v těsném kontaktu s člověkem a jeho zemědělskými aktivitami (58, 59, 146), jmenovitě u racka chechtavého a havrana polního, kde převažovala rezistence k tetracyklinu a ampicilinu tedy paralelně k preferenčnímu užívání těchto antibiotik v humánní a veterinární medicíně. Výskyt antimikrobiální rezistence u nepatogenních kmenů zůstává mimo střed pozornosti, nicméně VTEC rezistentní k antibiotikům byly zachyceny u hospodářských zvířat (169, 179) i v potravinách (202). Volně žijící synantropní druhy ptáků jsou tedy zdrojem a přenašečem kmenů E. coli rezistentních k antibiotikům, které mají klinický význam jako původci extraintestinálních onemocněních a potenciálně jako původci enteropatogenních procesů.
Q horečka. V roce 1937 byla popsáno horečnaté onemocnění mezi pracovníky na jatkách v Brisbane. Jako původce Q horečky byla identifikována Coxiella burnetii obligátně intracelulární bakterie, jejíž taxonomická klasifikace zůstává sporná. Q horečka patří mezi celosvětově rozšířené zoonózy, jejímž přírodním rezervoárem jsou mnohé druhy savců, ptáci a klíšťata. Skot, ovce a kozy se považují za primární rezervoár C. burnetii, jejichž prostřednictvím většinou dochází k přenosu nákazy na člověka. C. burnetii je extrémně infekční patogen – jediný mikroorganismus může vyvolat onemocnění (70) a řadí se díky tomu mezi biologické teroristické hrozby kategorie B. Do kategorie A, kam patří agens způsobující pravé neštovice, mor, antrax, botulizmus, tularémii a virovou hemoragickou horečku, se C. burnetii nespadá díky tomu, že způsobuje nižší úmrtnost. Q horečka se považuje za profesní onemocnění, kdy rizikovou skupinou jsou zemědělští pracovníci, zaměstnanci jatek a balíren masa, laboratorní a armádní pracovníci, kteří jsou v kontaktu s dobytkem, kontaminovaným senem, apod. (93, 95, 203, 215, 222). Infekce C. burnetii u zvířat probíhá zpravidla asymptomaticky, ale může vést k potratům a porodům mrtvých mláďat (10, 50). Mikroorganizmy můžeme obvykle najít v moči, výkalech, mléce, a v extrémně vysokých koncentracích v produktech
28 Ptáci v epidemiologii onemocnění člověka početí infikovaných zvířat (158, 197). U lidí Q horečka probíhá epidemickým způsobem, přičemž těsný kontakt s infikovanými zvířaty není podmínkou nákazy (20, 221). Klinická manifestace onemocnění: inkubační doba je 14 - 26 dnů, nemoc se může projevit jako chřipkovité onemocnění, atypická pneumonie a hepatitida případně další atypické průběhy. Chřipkovité onemocnění trvá 1 - 3 týdny je charakteristické náhlým nástupem, vysokými horečkami, nechutenstvím, únavou, bolestí hlavy, myalgiemi, třesavkou, pocením, fotofobiemi, výraznějším váhovým úbytkem (6, 159, 213). Tyto symptomy většinou odezní během 10 dní, ale celková slabost může přetrvat i několik měsíců (203). Pneumonie je další prezentací akutního průběhu Q horečky, kdy představuje kolem 5% komunitních pneumonií (134, 160-162). Přestože onemocnění je většinou mírné a zotavení bez komplikací, C. burnetii může perzistovat v organizmu po dlouhou dobu (41). Progrese onemocnění do chronické formy může vést k endokarditidě, chronické hepatitidě, osteomyelitidě či septické artritidě (6, 25, 63, 74, 75, 98). Endokarditida je nicméně nejčastější a nejzávažnější chronickou komplikací infekce C. burnetii; více než 7% pacientů s Q horečkou vyvinou endokarditidu (106), která se projevuje jako intermitentní horečka, srdeční nedostatečnost, hepato- a splenomegalie (157) je spojená navzdory antibiotické léčbě s častými relapsy s mortalitou až 60% (196). Přítomnost jak protilátek tak patogena byla zachycena u několika druhů domácích a volně žijících ptáků, přičemž s vyšší incidencí u volně žijících druhů např. vran, které se vyskytují v blízkosti dobytka (235). Volně žijící ptáci tak mohou hrát úlohu jako sylvatický rezervoár tohoto patogena a přenášet mikroorganizmy na volně žijící savce případně člověka především prostřednictvím výkalů (226). Je také možná role klíšťat při přenosu C. burnetii z infikovaného obratlovce na člověka (183, 200, 223).
Ricketsiózy probíhají v zásadě pod obrazem tyfu nebo pod obrazem skvrnité horečky dle původce onemocnění. Etiologickým činitelem ricketsióz jsou kokovité až tyčinkovité bakterie rodu Rickettsia, které se dělí do tří skupin 1/ Rickettsia bellii, baktérie neznámé patogenicity pro člověka, 2/ skupina riketsií způsobující tyfus; patří sem pro člověka závažný patogen Rickettsia prowazekii původce epidemické skvrnivky (skvrnitého tyfu) přenášená dominantně vší šatní, 3/ a ricketsie skupiny skvrnité horečky (SFG, spotted fever group), kam patří R.
29 Ptáci v epidemiologii onemocnění člověka rickettsii rozšířená především v severní Americe a způsobující horečku Skalistých hor (Rocky Mountain spotted fever) a v Evropě rozšířené druhy a poddruhy R. conorii (středozemní neboli Marseilleská skvrnitá horečka), R. sibirica (severoasijská horečka), R. slovaca (lymfadenopatie zpravidla bez horečky a typických skvrn), R. aeschlimannii, R. massailiae a další. (42, 254). SFG bakterie jsou asociovány především s klíšťaty (198). Úloha ptáků v životním cyklu ricketsií není známa. Ricketsie bez druhového zařazení byla zachycena v nymfě klíštěte obecného sajícího na července obecné ve slovenských Karpatech (223). Rickettsia aeschilimannii, R. helvetica a R. massiliae byly identifikovány v klíšťatech (Hyalomma marginatum, Ixodes ventalloi, Rhipicephalus turanicus) sajících na volně žijících v Portugalsku (210). Naše pilotní data potvrdila přítomnost ricketsiální DNA v 23 ze 196 (11,7%) klíšťat rodu Amblyoma sající na jihoamerických ptácích (Kostarika) a v 97 (4,3%) nedospělých klíšťatech Ixodes ricinus sajících na ptácích v pohnízdního období na Čerťáku 2005 a ve 3 (2 samečci + 1 nymfa) klíšťatech vlajkovaných z vegetace na téže lokalitě (viz popis souboru v přiloženém rukopise Differential role of passerine birds in distribution of Borrelia spirochetes: data on ticks from the post-breeding migration period in Central Europe). Druhové určení a analýza dat jihoamerických i českých nálezu přispějí k objasnění úlohy klíšťat sajících na volně žijících ptácích při šíření ricketsiálních nákaz.
Lymská borelióza: Lymská nemoc je poměrně časté onemocnění spojené s přenosem členovci. V Evropě se odhaduje výskyt 85 tisíc prokázaných případů lymské boreliózy lidí a mnoha nediagnostikovaných ročně. V USA se odhaduje 15- 20 tisíc případů ročně s enedemickým výskytem v 15 státech (225). Původce lymské nemoci jsou některé spirochety z rodu Borrelia. Do tohoto rodu se v současnosti řadí 33 druhů (viz http://www.bacterio.cict.fr./b/borrelia.html), z nichž některé jsou patogenní výhradně pro zvířata, jiné pro člověka způsobující boreliózy se symptomy typu Lymská či návratná horečka. V rámci rodu Borrelia se vyčleňuje komplex tzv. Borrelia burgdorferi sensu lato, kam patří prokazatelně patogenní druhy Borrelia afzelii, B. burgdorferii, B. garinii, a suspektně patogenní B. luisitanae a B. valaisiana. V Americe je původcem boreliózy převážně B. burgdorferi (225) zatímco ve Starém světě je to B. afzelii, B. garinii a B. burgdorferi, z nichž první dva převažují v České republice. Jednotlivé druhy jsou
30 Ptáci v epidemiologii onemocnění člověka spojeny s různými projevy onemocnění; B. garinii je asociována s postižením CNS a tedy původcem neuroboreliózy, B. afzelii je spojena s postižením kůže a B. burgorferi s kloubním postižením (44, 53, 57). Onemocnění je léčitelné antibiotiky. Ani symptomatické ani inaparentní prodělaní onemocnění nenavozuje imunitu. U onemocnění je zásadní rozpoznat iniciální symptomy a začít léčbu; jinak nákaza může vést k závažným komplikacím jako je postižení CNS, srdce, či kloubů. Důvěryhodná epidemiologická data jsou kusá z většiny oblastí. Intenzivněji se tímto onemocněním zabývají ve Švědsku a České republice, kde existuje národní registr při Statním zdravotním ústavu. Výskyt tohoto onemocnění má narůstající tendenci.
Obrázek 2: Incidence Lymské boreliózy v České republice hlášené do systému EPIDAT (http://www.szu.cz).
Lymská borelióza v ČR
45
40
35 ípad/100 000 obyvetel) ř 30
Incidence (p Incidence 25
20 1998 1999 2000 2001 2002 2003 2004 2005 2006 2007
Spirochety jsou v přírodním koloběhu zachovány především v klíšťatech a v některých druzích zvířat především hmyzožravcích, drobných hlodavcích, zajících a ptácích. Člověk stejně jako další velcí savci jako je skot či srny nejsou rezervoárem toho onemocnění. Výskyt onemocnění je sezónní paralelně s aktivitou klíšťat. Švédské studie ukazují, že k napadení člověka klíštětem dochází nejčastěji v červenci a nejvyšší výskyt onemocnění pak následuje v srpnu
31 Ptáci v epidemiologii onemocnění člověka a září (15, 23). Dominantním přenašečem patogenů jsou klíšťata rodu Ixodes, ve Starém světě jsou to Ixodes ricinus a I. persculatus a v Americe I. scapularis a I. pacificus. Klíště obecné Ixodes ricinus je dominantní klíštětem v České republice. Můžeme ho najít ve vegetaci, kde se udržuje vysoký stupeň vlhkosti. Preferuje lesnaté porosty před otevřenými prostory, listnaté lesy před jehličnatými (86, 232, 268). Nicméně se nevyhýbají ani loukám či městským parkům (67, 266). Klíště může žít více než tři roky v závislosti na klimatických podmínkách (88). Většinu života tráví klíště při zemi přeměnou mezi jednotlivými stádii, kladením vajíček nebo hibernací. V době aktivity tj. vyhledávání potravy šplhají klíšťata po vegetaci a to dospělejší stádia do větší výšky než larvy (166). Klíšťata sají na mnoha druzích savců, ptáků a plazů. Nicméně jenom některé mohou jsou rezervoárem pro borelie a výskyt takovýchto hostitelů v určitých oblastech je nejvýznamnějším faktorem pro vytvoření infikované populace klíšťat. Důležitým hostitelem z tohoto hlediska jsou v Evropě hlodavci jako například myšice Apodemus a hraboši; z hmyzožravců lejsci a ježci; zajíci, a některé druhy ptáků včetně tažných ptáků, kteří byli dlouho dobu považováni za výhradně pasivního distributora borelií cestou přenosu infikovaných klíšťat. Studie s posledních let však dokazují, že ptáci hrají roli i v aktivním přenou této spirochetové nákazy. V následujícím rukopise Differential role of passerine birds in distribution of Borrelia spirochetes: data on ticks from the post-breeding migration period in Central Europe je popsána a diskutována prevalence jednotlivých druhů borelií u klíšťat sajících na volně žijících ptácích a různá úloha ptačích druhů při přenosu původců Lymské nemoci. Práce je ke dni 16. 9. 2008 v oponentním řízení v časopise Applied and Environmental Microbiology.
32 Differential role of passerine birds in distribution of Borrelia spirochetes: data on ticks from the post-breeding migration period in Central Europe.
Lenka Dubska 1, Ivan Literak 1, Elena Kocianova 2, Veronika Taragelova 3, Oldrich
Sychra 1
1Department of Biology and Wildlife Diseases, Faculty of Veterinary Hygiene and
Ecology, University of Veterinary and Pharmaceutical Sciences, Palackeho 1-3, 612 42
Brno, Czech Republic
2Institute of Virology, Slovak Academy of Sciences, Dubravska cesta 9, 842 45 Bratislava 45,
Slovak Republic
3Institute of Zoology, Slovak Academy of Sciences, Dubravska cesta 9, 845 06 Bratislava,
Slovakia
Running title:
Borrelia Spirochetes Distribution by Passerine Birds.
Key words:
Borrelia garinii , Borrelia afzelii , Borrelia valaisiana , Passerine birds, Ixodes ricinus ticks, post-breeding period
Address for correspondence: Lenka Dubska, Department of Biology and Wildlife Diseases,
University of Veterinary and Pharmaceutical Sciences, Palackeho 1/3, 612 42 Brno, Czech
Republic; e-mail: [email protected]
1 Abstract
Borrelia spirochetes in bird-feeding ticks were studied in the Czech Republic. During the post-breeding period (July - September 2005), 1,080 passerine birds were infested by 2,240
Ixodes ricinus subadult ticks. Borrelia garinii was detected in 22.2% ticks, B. valaisiana in
12.8%, B. afzelii in 1.6%, and B. burgdorferi s.s. in 0.3%. Analyzing infections in the context of blood meal volume and stage of ticks, we concluded that European blackbirds Turdus merula , song thrushes T. philomelos and great tits Parus major are capable of transmitting B. garinii ; that juvenile blackbirds and song thrushes are prominent reservoirs for B. garinii spirochetes; that other passerine birds investigated play minor roles in transmitting B. garinii ; and that the presence B. afzelii in ticks results from infection in former stage. While B. garinii transmission is thus associated with few passerine bird species, these have potential for distributing millions of Lyme disease spirochetes between synanthropic areas.
2 Introduction:
Lyme borreliosis, the most frequent tick-borne human disease in the northern hemisphere, is a multisystemic disorder caused by spirochetes from the genus Borrelia (11).
At least seven Borrelia species have been reported from the tick Ixodes ricinus (Acari:
Ixodidae) in Europe: B . afzelii, B. bissettii , B. burgdorferi , B. garinii, B. lusitaniae, B. spielmanii and B. valaisiana (29, 32). Various reservoir hosts seem to harbor different
Borrelia species, which is explained by differential properties of the hosts’ complement systems (16). Generally, B. afzelii is a rodent specialist, B. garinii and B. valaisiana are associated with birds, and B. lusitaniae with lizards (6, 15, 21, 31). The clinical manifestations of Lyme borreliosis in humans differ depending on the Borrelia species implicated: B. garinii is associated with neurological diseases, while B. burgdorferi and B. afzelii , respectively, are more likely to cause arthritis and cutaneous symptoms (1, 3, 4, 35).
Ixodid ticks may attach to a host for 24–48 hours, which provides sufficient time for some birds to travel hundreds of kilometers along migration routes before ticks complete their feeding and drop off (30). The role of migratory birds in distributing Lyme disease spirochetes to new areas has so far been proven in North America (24, 27, 37).
Recently, it has become clear that bird host competency in maintaining and transmitting Borrelia spirochetes differs among bird species. Pheasants in the United
Kingdom (14, 15) and blackbirds and song thrushes in Central Europe (12, 34) have been shown as important reservoirs of B. garinii and B. valaisiana . Little is known, however, about the other migrating passerine bird species with regard to Lyme disease reservoir competence and transmission capability.
Here we characterize tick infestation in migratory passerine birds species captured in the northeastern part of the Czech Republic during the post-breeding migration period.
3 Further, we investigated the incidence of B. garinii, B. valaisiana, B. afzelii and B. burgdorferi (B. burgdorferi sensu stricto ) in these bird-feeding ticks and in questing ticks from the same area in order to evaluate the importance of migrating passerine species as reservoirs and disseminators of Lyme disease spirochetes.
Material and Methods:
Study Site, Birds, Tick Collection and Determination:
The field investigation was conducted at Certak (49° 34´ N, 17° 59´ E) in the northeastern part of the Czech Republic. For a detail description of the location, see Kulich et al. (13). Birds were mist-netted during the post-breeding period from 29 July 2005 to 24
September 2005. The birds were determined, examined and released back to the wild as quickly as possible to minimize their disturbance. Ticks were collected from birds using a tweezers. On 16 April 2006, host-seeking unfed ticks (nymphs and adults) were also collected by blanket dragging in lower vegetation at this location. The ticks were transferred to 70% ethanol. In the laboratory, the ticks were identified directly from the ethanol using a stereomicroscope as to their species, stage, and sex in adult individuals. They were classified as “unfed” if they had no marked increase of body volume, as “half-fed” for those with marked augmentation, and “fully-fed” if they reached the maximum body volume.
DNA Isolation, Identifying and Genotyping Borrelia Species:
4 Genomic DNA was extracted from ticks by alkaline hydrolysis (7). The mitochondrial cytochrome b gene was amplified as a control for DNA extraction in randomly selected
Borrelia -negative samples (36), revealing more that 95% efficacy of DNA isolation. All samples were then subjected to nested polymerase chain reaction (PCR) targeting a fragment of the rrf (5S) – rrl (23S) intergenic spacer (IGS) of B. burgdorferi s.l. (15). Diluted B. garinii or B. valaisiana DNA was used as a positive control.
The PCR products were further analyzed by the reverse line blot (RLB) assay using
DNA probes specific to B. afzelii , B. bissettii , B. burgdorferi s.l., B. burgdorferi s.s., B. garinii and B. valaisiana , as described previously (9, 15). As positive controls, amplicons derived from cultured B. afzelii , B. burgdorferi s.s., B. garinii , and B. valaisiana were blotted .
A subset of PCR-positive B. burgdorferi sensu lato samples that could not be assigned to species by the RLB was subjected to nucleotide sequencing of the IGS and/or the flagellin
B locus ( flaB ). Partial flagellin gene was amplified using primers described by Fukunaga et al.
(5) with PCR conditions as follows: 35 cycles consisting of 94°C for 15 s, 52°C for 30 s, and
70°C for 90 s, with final extension for 5 min at 70°C. The PCR products of the IGS and FlaB were purified using a Wizard SV Gel and PCR Clean-Up System (Promega). Both strands of the IGS PCR products were sequenced using the inner primers of the nested PCR. FlaB PCR products were purified and sequenced in both directions using primers described by Fukunaga et al (5).
Sequences of Borrelia DNA were inserted into GeneBank under accession numbers
EU401776, EU401777, EU401778, EU401779, EU401780, EU401781 (5S-23S ribosomal
RNA IGS) and EU401782, EU401783, EU401784 ( flaB gene).
Host Capability to Transmit Borrelia to Ticks:
5 As Borrelia spirochetes are rarely transmitted transovarially (20) or by co-feeding
(26 ), their presence in feeding larvae suggests acquisition from the host. Thus, we assumed that increased proportion of infection in fed larvae compared to unfed larvae provided supportive evidence of host capability to transmit Borrelia to ticks.
Data Analysis and Statistics:
We used standard parametric statistics (Student’s t-test, ANOVA) and give the mean plus or minus a 95% confidence interval (CI). Proportions were evaluated using odds ratio
(OR) procedures with a 95% CI. To estimate the ability for transmitting Borrelia spirochetes to ticks feeding on possibly infected birds, we calculated a non-infectivity coefficient n-I as a proportion of non-infected larvae among larvae feeding on a bird carrying ≥ 1 infected tick, where (n-I = 1) suggests inability of certain bird species to transmit Borrelia spirochetes.
Coefficients were calculated for each Borrelia species.
Results:
Tick Infestation of Birds:
The total number of birds captured was 1,084. Of these, 1,080 (99.6%) were passerines (order Passeriformes), 2 (0.2%) were from the order Piciformes, 1 (0.1%) was common kingfisher Alcedo atthis (Craciformes), and 1 was corncrake Crex crex (Gruiformes).
Ringing data showed that 857 of the trapped birds were trapped for the first time, while 227 of them had been previously trapped. Both birds trapped for the first time and those retrapped
6 were examined. The most common were blackcaps Sylvia atricapilla and European robins
Erithacus rubecula , representing 29.8% and 18.2%, respectively, of all examinations.
Overall, 2,240 ticks were removed from 446 (41.1%) of the 1,084 birds (Table 1). No overall significant decrease in prevalence of infestation (38.0% in originally trapped birds vs.
52.0% in retrapped birds) or infestation intensity (1.96 ticks/originally trapped bird vs. 2.48 ticks/retrapped bird) was observed in birds that were once disinfested and trapped again.
Therefore, retrapped birds were not excluded from the analysis. A total of 273 (25%) of 1,084 birds were identified as being male (172) or female (101). No difference was observed in infestation intensity among males (1.9 tick/bird) and females (1.8 tick/bird). A total of 1,023
(94%) of the 1,084 birds were identified as young (born in the year of examination) (785) or adult ( ≥ one year old) (238). Infestation intensity was 2.0 ticks/young bird and 2.5 ticks/adult bird, and there was no significant difference in the intensity of infestation with respect to age.
The highest prevalences of infestation were found in Eurasian blackbirds Turdus merula
(90.3%, n=579, with mean infestation intensity of 20.7 ticks per infested bird), dunnock
Prunella modularis (90.9%, n=412, 8.24), song thrushes Turdus philomelos (77.4%, n=264,
6.4), and winter wrens Troglodytes troglodytes (75.8%, n= 145, 5.8). The mean number of ticks per ground-foraging birds (winter wren, dunnock, European robin, song thrush, bullfinch, grey wagtail, blackbird, hawfinch, yellowhammer, marsh warbler) was 4.2, and it was 0.8 for other bird species.
All ticks found on birds were identified as Ixodes ricinus subadult individuals. A total
1,547 (70%) of these were larvae and 676 (30%) were nymphs, and the intensities of infestation were 3.5 larvae/infested bird and 1.5 nymphs/infested bird. There were no differences on originally vs. retrapped birds with regard to proportions of larvae (68% of all ticks on originally trapped birds, 74% on retrapped birds) and nymphs (32% of ticks on originally trapped birds, 26% on retrapped birds) or between number of larvae (3.4
7 larvae/originally trapped infested bird, 4.1 larvae/retrapped infested bird) or nymphs (1.5 nymphs/originally trapped infested bird, 1.4 nymphs/retrapped infested birds). However, we observed bird species-related differences in the proportions of larvae and nymphs: most significantly, there were lower proportions of larvae in song thrushes (57%, OR 0.5, CI 0.4–
0.7) and dunnocks (60%, OR 0.6, CI 0.5–0.7) and higher proportions of larvae in winter wrens (95%, OR 8.9, CI 4.1–19.0). According to their volumes, 41% of ticks were identified as unfed, 49% as half-fed and as 9% fully-fed. There were no overall differences in proportions among bird species except that dunnocks had significantly higher proportions of unfed ticks (98%, P< 0.001).
Borrelia Infection in Bird-Feeding Ticks:
Borrelia spirochetes were found in 613 (27.4%) of 2,240 subadult I. ricinus. In these
613 infected ticks, we detected 856 infection events as a result of infection or co-infection with various Borrelia genospecies and a mean infection event of 1.40 per infected tick.
Borrelia spirochetes were more common in nymphs than larvae (31.4% vs. 22.4% prevalence,
OR 1.6, CI 1.3–1.9), and there were 0.45 infection events per infected nymph vs. 0.31 infection events per infected larva. This greater infection rate in nymphs was observed in
European robins (OR 12.0, CI 1.3–127.3) and dunnocks (OR 2.9, CI 1.3–6.5) but not in other bird species.
Borrelia garinii infection was found in 22.2% (497) of ticks, with higher prevalence in nymphs (27.2%) than larvae (20.2%) (OR 1.5, CI 1.2–1.8) (Table 2). B. garinii DNA was detected far more often in ticks infesting Eurasian blackbirds (55.0%) and song thrushes
(50.2%). Intermediate prevalence was observed in great tits Parus major (with 15.5% of ticks infected) and in winter wrens (with 6.2% of ticks infected). The lowest non-infectivity of
8 B. garinii coefficients were calculated for song thrushes (0.34), great tits (0.42) and blackbirds
(0.45). Against a background of negative finding of B. garinii in co-feeding nymphs, we detected B. garinii in 25 larvae on 8 Eurasian blackbirds, in 9 larvae on 4 song thrushes, in 2 larvae on 2 European robins, in 1 larva from a blackcap, in 6 larvae on 4 dunnocks, in 3 larvae on 3 winter wrens, in 5 larvae on 2 great tits, and in 1 larva from common treecreeper Certhia familiaris . We observed significantly higher presence of B. garinii in larvae feeding on young birds compared to birds older than 1 year in Eurasian blackbirds (72% vs. 6%, OR 42.2, CI
17.7–100.5) and in song thrushes (63% vs. 20%, OR 6.0, CI 2.5–14.3).
Borrelia valaisiana infection was found in 12.7% (285) of ticks without statistically significant difference of prevalence in nymphs (14.3%) and larvae (12.2%) (OR 1.1, CI 0.9–
1.5). In song thrushes and dunnocks, we observed lower infection in nymphs compared to larvae. B. valaisiana was detected mostly in ticks infesting Eurasian blackbirds (37.0%) and with intermediate prevalence in ticks infesting song thrushes (18.6%). In ticks feeding on other bird species, including great tits and winter wrens, infection with B. valaisiana was minor. In all bird species, the non-infectivity of B. valaisiana was higher compared to n-I of
B. garinii and reached the lowest levels again in song thrushes (0.60), great tits (0.62) and blackbirds (0.64). Against a background of a negative finding of B. valaisiana in co-feeding nymphs, we detected B. valaisiana in 23 larvae on 6 Eurasian blackbirds, in 11 larvae on 7 song thrushes, in 2 larvae on 2 blackcaps, in 4 larvae on 2 dunnocks, in 3 larvae on 3 winter wrens, and in 5 larvae on a great tit. The higher prevalence of B. valaisiana in larvae feeding on young birds was observed in Eurasian blackbirds (71% vs. 17%, OR 12.2, CI 6.9–22.0) but not in song thrushes (20% vs. 27%, OR 0.7, CI 0.3–1.6).
Borrelia afzelii infection was found in 1.6% (36) of ticks, and with substantially higher prevalence in nymphs (5.0%) than larvae (0.1%) (OR 40.0, CI 9.8–170.8). Infection with B. afzelii was observed in approximately equal prevalence in ticks infesting great tits
9 (2.3%), dunnocks (2.4%), song thrushes (1.1%) and Eurasian blackbirds (1.9%). There was a substantial absence of B. afzelii in ticks feeding on blackcaps and winter wrens. B. afzelii was detected in 2.3% of unfed nymphs and in only 1.0% of nymphs having marked increase in body volume (with OR 2.35; P<0.02). The estimated absolute non-infectivity was observed in all bird species except great tits (n-I=0.92). Against a background of a negative finding of B. afzelii in co-feeding nymphs, we detected B. afzelii in 1 larva on a great tit and in 1 larva from a grey wagtail Motacilla cinerea .
Borrelia burgdorferi infection was found in only 0.3% (6) of ticks feeding on birds, and without any striking association with a particular bird species. Against a background of a negative finding of B. burgdorferi in co-feeding nymphs, however, we detected B. burgdorferi in 2 larvae on a winter wren, where the n-I reached 0.91.
Reverse line blotting technique enabled identification of spirochete species in all cases except infections in 10 ticks that were identified by sequencing of flagellin or the 16s rRNA gene as B. garinii in 9 bird-infesting ticks and 1 case of B. afzelii in an adult questing tick.
Two variants of B. garinii (EU401782, EU401783) isolated from two ticks infesting a song thrush were identical with isolates from a study of Taragelova et al. (34) and with a spirochete found in I. ricinus in Moscow province (22). Using BLAST search, we found a B. afzelii partial FlaB sequence (EU401784) from a questing male tick that differed from the most similar isolates by two nucleotides.
Greater infection in fed (half-fed + fully-fed) larvae compared to unfed larvae was observed in Eurasian blackbirds (OR 4.6, CI 2.9–7.3), in song thrushes (OR 2.5, CI 1.2–5.3), and without statistical significance in great tits (OR 2.4, CI 0.5–11.5) and winter wrens (OR
1.5, CI 0.5–4.0). Specifically, in Eurasian blackbirds and song thrushes, respectively, the correlation between volume of larva and Borrelia infection was stronger in the case of B. valaisiana (OR 5.7, CI 3.1–10.3 for blackbirds and OR 9.0, CI 2.1–39.7 for song thrushes)
10 than for that of B. garinii (OR 3.1, CI 2.0–4.9 for blackbirds and OR 2.1, CI 1.0–4.4 for song thrushes).
We also observed frequent occurrence of mixed infection with Borrelia species. If infection with Borrelia spirochetes in ticks were independent, we would expect 2.8% of mixed infection B. garinii + B. valaisiana . In fact, this was at a substantially higher 10.4%.
Triple co-infections, mostly of B. garinii + B. valaisiana + B. afzelii , were also detected in 9 ticks.
Borrelia Spirochetes in Host-Seeking Unfed Ticks:
A total of 109 questing ticks (24 unfed nymphs, 39 adult males , and 46 adult females) were collected from vegetation by blanket dragging. B. afzelii was detected in 7 cases (6.4%), specifically 3 findings in nymphs, 3 in adult males and 1 in an adult female. Moreover, we detected B. garinii + B. valaisiana (0.9% in 1 female tick).
Discussion
In this paper, we report data from a large-scale study of Borrelia spirochete distribution among passerine bird-feeding ticks from the post-breeding migration period and assess the roles of certain bird species as reservoirs and distributors of Borrelia species.
Supposedly, we found significantly higher infestation rates in the cases of ticks on ground- feeding birds – in Eurasian blackbirds and song thrushes, but not in dunnocks and European robins – connected with high infection with Borrelia spirochetes. Interestingly, dunnocks were heavily infested with ticks but their infection rates were very low, which may be
11 associated with the fact that 98% of the ticks on dunnocks were starving. On the other hand, over 60% of ticks feeding on European robins displayed the presence of a blood meal. Thus, ground-foraging behavior in birds creates a significantly greater risk of tick infestation. It is not, however, the crucial biological determinant of transmission competence of Borrelia spirochete to I. ricinus .
Overall, Borrelia infection in ticks derived from passerine birds in our study was equivalent to findings from birds captured during 2001/2002 in Slovakian woodlands (34) but substantially higher than in ticks from birds examined in spring and autumn 2001 in southeastern Sweden (2). This suggests that migratory passerine birds from Central Europe are prominent reservoir hosts of Borrelia species. Almost 90% of B. garinii infections were detected in song thrushes and European blackbirds. Finding the significantly higher proportion of B. garinii in larvae feeding on young song thrushes and European blackbirds compared to adult ones suggests that juvenile birds are prone to spirochetemia. It has been shown that migratory restlessness in young redwing thrushes Turdus iliacus can reactivate a latent Borrelia garinii infection (8). This is possibly due to an increase of endogenous glucocorticoids during migratory restlessness (18) that adversely affects the immune system and leads to a decrease in bactericidal response (23). Juvenile birds might have substantial migration-associated hormonal changes or less developed immune response (19, 28) that increases their susceptibility to infectious diseases.
Based on non-infectivity capability and substantial clustered infection of B. garinii in great tits, we conclude that these passerine birds also are competent to transmit B. garinii to feeding ticks under certain conditions. Interestingly, all 5 cases of great tits yielding 3–9
B. garinii -infected larvae had previously been captured and 1 great tit was examined for the first time with 1 nymph out of 16 ticks infected with B. garinii , followed by captures at days
9, 10 and 12 with 16 out of 17 new larvae infected. This suggests the possibility that trap-
12 induced stress may have been a triggering mechanism for spirochetemia (8, 23). The non- infectivity indices lower than 1 in other passerine birds and presence of infected larvae against a background of nymphs being found negative for B. garinii suggest that blackcaps, European robins, dunnocks and treecreepers may play minor roles in transmitting B. garinii . Compared to B. garinii , however, the non-infectivity of B. valaisiana was higher, with European blackbirds and song thrushes as key reservoirs of this spirochete species. Moreover, our data suggest that juvenile European blackbirds, but not juvenile song thrushes, comprise a subgroup of major efficiency in B. valaisiana transmission. The role of other passerine birds as reservoirs of B. valaisiana is minor, and transmission competence is likely restricted to a few individuals.
The presence of B. afzelii in bird-feeding ticks was low, with no robust evidence of birds’ having transmission competence for this spirochete species. Taken together with the fact that the vast majority of infections was detected in nymphs, we suggest that these ticks were infected with B. afzelii as larvae feeding on non-bird hosts (likely rodents). Moreover, the significantly higher prevalence of B. afzelii in unfed nymphs supports the conclusion of
Kurtenbach et al. (17) that avian blood induces via complement selective killing of B. afzelii from the tick. Nevertheless, our finding of 13 bird-feeding nymphs infected with B. afzelii suggests that the immune elimination of this Borrelia species by a bird host is not absolute.
However, we recorded 2 larvae positive for B. afzelii – one on a great tit and one on a grey wagtail – which may be attributed to a minor transmission rate of B. afzelii in birds, to transovarial transmission, or to co-feeding transmission (25).
B. burgdorferi (s.s.) was rare in bird-feeding ticks. However, having found two larvae containing B. burgdorferi on a treecreeper, we cannot exclude a minimal potential for birds to transmit this Borrelia genospecies.
13 Based on data from bird-feeding subadult ticks and questing adult ticks and nymphs, the estimated transstadial transmission is more significant in B. afzelii than in other Borrelia genospecies. Compared to strikingly higher prevalences of B. afzelii in nymphs as a result of accumulated infection in the former stage during consecutive feedings, we found a less markedly higher proportion of B. garinii in nymphs and no difference between nymphs and larvae infection with B. valaisiana . This suggests that B. garinii and B. valaisiana spirochetes are transmitted in ticks transstadially with lower efficiency, and possibly that they are diminished during blood meal digestion, which is supported by the finding of strong correlation between the tick volume and presence of B. valaisiana .
Thus we conclude that migratory passerine birds, and specifically Eurasian blackbirds, song thrushes and great tits, are competent for transmitting the Lyme disease spirochetes B. garinii , with migratory restlessness possibly playing a role in influencing the infectivity (8,
34). The Eurasian blackbird, song thrush and great tit commonly inhabit Central Europe, from lowlands up to the upper tree line at 1,400 m a.s.l. (33). The Eurasian blackbird population density is highest in urban areas, and especially in parks. The total number of pairs in the
Czech Republic is estimated at 2–4 million, and this population shows long-term stability.
From the data collected in this study, we estimated that the Czech population of blackbirds may yield as many as 50 × 10 6 B. garinii -infected subadult I. ricinus ticks. The total population of the song thrush in the Czech Republic is estimated at 400,000–800,000, also shows long-term stability, and carries approximately 2 × 10 6 B. garinii -infected subadult I. ricinus ticks. The total population of the great tit in the Czech Republic is estimated at 3–6 million and carries approximately 1–2 × 10 6 B. garinii -infected subadult I. ricinus ticks.
Synanthropization processes are obvious in the cases of the Eurasian blackbird, song thrush and great tit, and thus their roles in the natural cycle of B. garinii may substantially impact the epidemiology of Lyme disease. However, the transstadial transmission of B. garinii
14 spirochetes is a crucial step influencing the risk of infection for humans and the efficiency of this process in I. ricinus ticks remains to be fully elucidated. The aspect of passerine bird migration habits needs to be considered in the ecology of Borrelia spirochetes. European blackbirds from the Czech Republic winter mainly in France and Northern Italy. Although only one-third to two-thirds of Czech European blackbirds migrate seasonally, they carry potentially millions of Lyme disease spirochete-infected ticks. In addition, the entire Czech population of song thrushes winters in France, Northern Italy, and the Mediterranean including Spain and North Africa. The vast majority of great tits reside in the Czech Republic, and a minor part of the population migrates southwest to Germany, Austria, Northern Italy and Eastern France (10). Thus, we conclude that passerine birds play a differential role in transmitting Lyme neuroborreliosis agents. Eurasian blackbirds, song thrushes and great tits are transmission-competent hosts of B. garinii and prominent reservoirs of this spirochete due to their high densities in synanthropic habitats and high infestation by I. ricinus . During migration periods, moreover, they may transfer millions of Borrelia -infected ticks and thus establish new endemic foci of Lyme disease in Southwest Europe and North Africa.
Acknowledgements
This study was funded by the Ministry of Education, Youth and Sports of the Czech
Republic (No. MSM6215712402) and by the Czech Science Foundation (No. 524-08-P139).
VT received funding from the Slovak Research and Development Agency (No. APVV-51-
009205) and EK was funded by the Scientific Grant Agency of the Ministry of Education and the Slovak Academy of Sciences (No. 2/7020). We thank Eva Suchanova for her excellent technical cooperation.
15
References
1. Busch, U., C. Hizo-Teufel, R. Bohmer, V. Fingerle, D. Rossler, B. Wilske, and V. Preac-Mursic. 1996. Borrelia burgdorferi sensu lato strains isolated from cutaneous Lyme borreliosis biopsies differentiated by pulsed-field gel electrophoresis. Scand J Infect Dis 28: 583-9. 2. Comstedt, P., S. Bergstrom, B. Olsen, U. Garpmo, L. Marjavaara, H. Mejlon, A. G. Barbour, and J. Bunikis. 2006. Migratory passerine birds as reservoirs of Lyme borreliosis in Europe. Emerg Infect Dis 12: 1087-95. 3. Demaerschalck, I., A. Ben Messaoud, M. De Kesel, B. Hoyois, Y. Lobet, P. Hoet, G. Bigaignon, A. Bollen, and E. Godfroid. 1995. Simultaneous presence of different Borrelia burgdorferi genospecies in biological fluids of Lyme disease patients. J Clin Microbiol 33: 602-8. 4. Floris, R., G. Menardi, R. Bressan, G. Trevisan, S. Ortenzio, E. Rorai, and M. Cinco. 2007. Evaluation of a genotyping method based on the ospA gene to detect Borrelia burgdorferi sensu lato in multiple samples of lyme borreliosis patients. New Microbiol 30: 399-410. 5. Fukunaga, M., K. Okada, M. Nakao, T. Konishi, and Y. Sato. 1996. Phylogenetic analysis of Borrelia species based on flagellin gene sequences and its application for molecular typing of Lyme disease borreliae. Int J Syst Bacteriol 46: 898-905. 6. Gern, L., and P. F. Humair. 1998. Natural history of Borrelia burgdorferi sensu lato. Wien Klin Wochenschr 110: 856-8. 7. Guy, E. C., and G. Stanek. 1991. Detection of Borrelia burgdorferi in patients with Lyme disease by the polymerase chain reaction. J Clin Pathol 44: 610-1. 8. Gylfe, A., S. Bergstrom, J. Lundstrom, and B. Olsen. 2000. Reactivation of Borrelia infection in birds. Nature 403: 724-5. 9. Hanincova, K., V. Taragelova, J. Koci, S. M. Schafer, R. Hails, A. J. Ullmann, J. Piesman, M. Labuda, and K. Kurtenbach. 2003. Association of Borrelia garinii and B. valaisiana with songbirds in Slovakia. Appl Environ Microbiol 69: 2825-30. 10. Hudec, K. 2003. Fauna ČSSR, Ptáci - Aves III/2 (Fauna of Czechoslovakia - Birds III/2 in Czech ). Academia, Prague. 11. Jaenson, T. G. 1991. The epidemiology of lyme borreliosis. Parasitol Today 7: 39-45.
16 12. Kipp, S., A. Goedecke, W. Dorn, B. Wilske, and V. Fingerle. 2006. Role of birds in Thuringia, Germany, in the natural cycle of Borrelia burgdorferi sensu lato, the Lyme disease spirochaete. Int J Med Microbiol 296 Suppl 40: 125-8. 13. Kulich, P., E. Roubalova, L. Dubska, O. Sychra, B. Smid, and I. Literak. 2008. Avipoxvirus in blackcaps (Sylvia atricapilla). Avian Pathol 37: 101-7. 14. Kurtenbach, K., D. Carey, A. N. Hoodless, P. A. Nuttall, and S. E. Randolph. 1998. Competence of pheasants as reservoirs for Lyme disease spirochetes. J Med Entomol 35: 77-81. 15. Kurtenbach, K., M. Peacey, S. G. Rijpkema, A. N. Hoodless, P. A. Nuttall, and S. E. Randolph. 1998. Differential transmission of the genospecies of Borrelia burgdorferi sensu lato by game birds and small rodents in England. Appl Environ Microbiol 64: 1169-74. 16. Kurtenbach, K., H. S. Sewell, N. H. Ogden, S. E. Randolph, and P. A. Nuttall. 1998. Serum complement sensitivity as a key factor in Lyme disease ecology. Infect Immun 66: 1248-51. 17. Kurtenbach, K., S. M. Schafer, H. S. Sewell, M. Peacey, A. Hoodless, P. A. Nuttall, and S. E. Randolph. 2002. Differential survival of Lyme borreliosis spirochetes in ticks that feed on birds. Infect Immun 70: 5893-5. 18. Landys, M. M., J. C. Wingfield, and M. Ramenofsky. 2004. Plasma corticosterone increases during migratory restlessness in the captive white-crowned sparrow Zonotrichia leucophrys gambelli. Horm Behav 46: 574-81. 19. Lee, K. A., M. Wikelski, W. D. Robinson, T. R. Robinson, and K. C. Klasing. 2008. Constitutive immune defences correlate with life-history variables in tropical birds. J Anim Ecol 77: 356-63. 20. Magnarelli, L. A., J. F. Anderson, and D. Fish. 1987. Transovarial transmission of Borrelia burgdorferi in Ixodes dammini (Acari:Ixodidae). J Infect Dis 156: 234-6. 21. Majlathova, V., I. Majlath, M. Derdakova, B. Vichova, and B. Pet'ko. 2006. Borrelia lusitaniae and green lizards (Lacerta viridis), Karst Region, Slovakia. Emerg Infect Dis 12: 1895-901. 22. Masuzawa, T., I. G. Kharitonenkov, T. Kadosaka, N. Hashimoto, M. Kudeken, N. Takada, K. Kaneda, and Y. Imai. 2005. Characterization of Borrelia burgdorferi sensu lato isolated in Moscow province--a sympatric region for Ixodes ricinus and Ixodes persulcatus. Int J Med Microbiol 294: 455-64.
17 23. Matson, K. D., B. I. Tieleman, and K. C. Klasing. 2006. Capture stress and the bactericidal competence of blood and plasma in five species of tropical birds. Physiol Biochem Zool 79: 556-64. 24. Morshed, M. G., J. D. Scott, K. Fernando, L. Beati, D. F. Mazerolle, G. Geddes, and L. A. Durden. 2005. Migratory songbirds disperse ticks across Canada, and first isolation of the Lyme disease spirochete, Borrelia burgdorferi, from the avian tick, Ixodes auritulus. J Parasitol 91: 780-90. 25. Ogden, N. H., P. A. Nuttall, and S. E. Randolph. 1997. Natural Lyme disease cycles maintained via sheep by co-feeding ticks. Parasitology 115 ( Pt 6): 591-9. 26. Piesman, J., and C. M. Happ. 2001. The efficacy of co-feeding as a means of maintaining Borrelia burgdorferi: a North American model system. J Vector Ecol 26: 216-20. 27. Rand, P. W., E. H. Lacombe, R. P. Smith, Jr., and J. Ficker. 1998. Participation of birds (Aves) in the emergence of Lyme disease in southern Maine. J Med Entomol 35: 270-6. 28. Rappole, J. H., S. R. Derrickson, and Z. Hubalek. 2000. Migratory birds and spread of West Nile virus in the Western Hemisphere. Emerg Infect Dis 6: 319-28. 29. Rauter, C., and T. Hartung. 2005. Prevalence of Borrelia burgdorferi sensu lato genospecies in Ixodes ricinus ticks in Europe: a metaanalysis. Appl Environ Microbiol 71: 7203-16. 30. Reed, K. D., J. K. Meece, J. S. Henkel, and S. K. Shukla. 2003. Birds, migration and emerging zoonoses: west nile virus, lyme disease, influenza A and enteropathogens. Clin Med Res 1: 5-12. 31. Richter, D., and F. R. Matuschka. 2006. Perpetuation of the Lyme disease spirochete Borrelia lusitaniae by lizards. Appl Environ Microbiol 72: 4627-32. 32. Richter, D., D. Postic, N. Sertour, I. Livey, F. R. Matuschka, and G. Baranton. 2006. Delineation of Borrelia burgdorferi sensu lato species by multilocus sequence analysis and confirmation of the delineation of Borrelia spielmanii sp. nov. Int J Syst Evol Microbiol 56: 873-81. 33. Stastny K., B. V., Hudec K. 2006. Atlas hnizdniho rozsireni ptaku v Ceské republice 2001-2003 (The atlas of breeding birds in the Czech Republic 2001-2003, in Czech with English summary ). Aventinum, Prague. 34. Taragel'ova, V., J. Koci, K. Hanincova, K. Kurtenbach, M. Derdakova, N. H. Ogden, I. Literak, E. Kocianova, and M. Labuda. 2008. Blackbirds and song
18 thrushes constitute a key reservoir of Borrelia garinii, the causative agent of borreliosis in Central Europe. Appl Environ Microbiol 74: 1289-93. 35. van der Heijden, I. M., B. Wilbrink, S. G. Rijpkema, L. M. Schouls, P. H. Heymans, J. D. van Embden, F. C. Breedveld, and P. P. Tak. 1999. Detection of Borrelia burgdorferi sensu stricto by reverse line blot in the joints of Dutch patients with Lyme arthritis. Arthritis Rheum 42: 1473-80. 36. Wiliam C. Black IV, R. L. R. 1998. Mitochondrial gene order is not conserved in arthropods: prostriate and metastriate tick mitochondrial genomes. Mol Biol Evol 15: 1772-1785. 37. Wright, S. A., D. A. Lemenager, J. R. Tucker, M. V. Armijos, and S. A. Yamamoto. 2006. An avian contribution to the presence of Ixodes pacificus (Acari: Ixodidae) and Borrelia burgdorferi on the Sutter Buttes of California. J Med Entomol 43: 368-74.
Table 1: List of birds captured in the Czech Republic in post-breeding migration period and
data on their infestation with Ixodes ricinus ticks.
Table 2: List of birds yielding Borrelia spirochete-infected subadult ticks. L: larvae, N:
nymphs, n-I: non-infectivity coefficient, n.a.: not applicable, a number (percentage) of
infected larvae, b number (percentage) of infected nymphs, c OR infection in nymphs
compared to larvae (95% CI), d number (percentage) of infected ticks, e number
(percentage) of birds yielding infected ticks
19 No. birds No. ticks % (no.) of Mean no. ticks Mean no. ticks examined collected birds infested per infested per bird bird Blackcap Sylvia atricapilla 323 275 35.3 (114) 2.41 0.85 European robin Erithacus rubecula 197 281 47.2 (93) 3.02 1.43 Great tit Parus major 69 174 58.0 (40) 4.35 2.52 Dunock Prunella modularis 55 412 90.9 (50) 8.24 7.49 Song thrush Turdus philomelos 53 264 77.4 (41) 6.43 4.98 Chiffchaff Phylloscopus collybita 42 5 9.5 (4) 1.25 0.12 European blackbird Turdus merula 31 579 90.3 (28) 20.7 18.67 Blue tit Cyanistes caeruleus 29 4 10.3 (3) 0.75 0.14 Winter wren Troglodytes troglodytes 33 145 75.8 (25) 5.8 4.4 Pied flycatcher Ficedula hypoleuca 23 5 4.34 (1) 5 0.22 Long-tailed tit Aegithalos caudatus 23 0 0 n/a 0 Marsh tit Poecile palustris 21 3 14.3 (3) 1 0.14 Whitethroat Sylvia communis 18 29 61.1 (11) 2.64 1.61 Treecreeper Certhia familiaris 18 9 33.3 (6) 1.5 0.5 Garden warbler Sylvia borin 16 1 6.25 (1) 1 0.06 Red-backed shrike Lanius collurio 14 4 21.4 (3) 1.33 0.29 Willow tit Poecile montanus 13 9 38.5 (5) 1.8 0.69 Spotted flycatcher Muscicapa striata 13 1 7.69 (1) 1 0.08 Yellowhammer Emberiza citrinella 13 0 0 n/a 0 Grey wagtail Motacilla cinerea 12 10 25.0 (3) 3.3 0.83 Nuthatch Sitta europaea 10 5 30 (3) 1.7 0.5 Bullfinch Pyrrhula pyrhulla 9 6 44.4 (4) 1.5 0.67 Grasshopper warbler Locustella naevia 8 10 25 (2) 5 1.25 Chaffinch Fringilla coelebs 8 4 12.5 (1) 4 0.5 Willow warbler Phylloscopus trochilus 5 0 0 n/a 0 Collard flycatcher Ficedula albicollis 5 0 0 n/a 0 Redstart warbler Phoenicurus phoenicurus 4 3 25 (1) 3 0.75 Wood warbler Phylloscopus sibilatrix 4 0 0 0 0 Gold crest Regulus regulus 3 0 0 n/a 0 Icterine warbler Hippolais icterina 2 0 0 n/a 0 Hawfinch Coccothraustes coccothraustes 1 2 100 (1) 2 2 Corncrake Crex crex 1 0 0 n/a 0 Common kingfisher Alcedo atthis 1 0 0 n/a 0 Lesser whitethroat Sylvia curruca 1 0 0 n/a 0 Spotted woodpecker Dendrocopos major 1 0 0 n/a 0 Grey-headed woodpecker Picus canus 1 0 0 n/a 0 Total 1,084 2,240 51.8 (562) 5.06 2.06
B. garinii B. valaisiana B. afzelii B. burgdorferi s.s. Blackcap L: 215 1 (0.5%) a ticks 2 (0.7%) d 2 (0.9%) ticks 3 (1.1%) - (0%) ticks - (0%) - (0%) ticks - (0%) Sylvia N: 60 1 (1.7%) b n-I 0.75 1 (1.7%) n-I 0.83 - (0%) n-I .n.a - (0%) n-I n.a. atricapilla 3.6 (0.2–58.9) c birds 2 (0.6%) e 1.8 (0.2–20.3) birds 3 (0.9%) n.a. birds - (0%) n.a. birds - (0%) Robin L: 226 2 (0.9%) ticks 4 (1.4%) - (0%) ticks 1 (0.4%) - (0%) ticks 1 (0.4%) - (0%) ticks 1 (0.4%) Erithacus N: 55 2 (3.6%) n-I 0.67 1 (1.8%) n-I 1.0 1 (1.8%) n-I 1.0 1 (1.8%) n-I 1.0 rubecula 4.2 (0.6–30.7) birds 4 (2.0%) n.a. birds 1 (0.5%) n.a. birds 1 (0.5%) n.a. birds 1 (0.5%) Great tit L: 135 20 (14.8%) ticks 26 (15.5%) 5 (3.7%) ticks 5 (3.0%) 1 (0.7%) ticks 5 (3.0%) - (0%) ticks - (0%) Parus N: 33 6 (18.2%) n-I 0.42 - (0%) n-I 0.62 4 (12.1%) n-I 0.92 - (0%) n-I na major 1.3 (0.5– .5) birds 7 (10.0%) n.a. birds 1 (1.4%) 13.4 (1.3–133.3)* birds 4 (5.8%) n.a. birds - (0%) Dunnock L: 252 5 (2.0%) ticks 9 (2.1%) 5 (2.0%) ticks 8 (1.9%) - (0%) ticks 10 (2.4%) - (0%) ticks 1 (0.2%) Prunella N: 167 4 (2.4%) n-I 0.92 3 (1.8%) n-I 0.94 10 (6.0%) n-I 1.0 1 (0.6%) n-I 1.0 modularis 1.2 (0.3–4.6) birds 7 (12.7%) 0.9 (0.2–3.8) birds 6 (10.9%) n.a. birds 6 (10.9%) n.a. birds 1 (1.8%) Song thrush L: 147 70 (47.6%) ticks 130 (50.2%) 33 (22.4%) ticks 50 (19.3%) - (0%) ticks 3 (0.5%) - (0%) ticks - (0%) Turdus N: 112 60 (53.6%) n-I 0.34 17 (15.2%) n-I 0.60 3 (2.7%) n-I 1.0 - (0%) n-I n.a. philomelos 1.3 (0.8–2.1) birds 25 (47.2%) 0.6 (0.3–1.2) birds 17 (32.1%) n.a. birds 2 (3.8%) n.a. birds - (0%) Blackbird L: 384 206 (53.6%) ticks 315 (55.0%) 139 (36.2%) ticks 212 (37.0%) - (0%) ticks 11 (1.9%) - (0%) ticks 2 (0.3%) Turdus N: 189 109 (57.6%) n-I 0.45 73 (38.6%) n-I 0.64 11 (5.8%) n-I 1.0 2 (1.1%) n-I n.a. merula 1.2 (0.8–1.7) birds 24 (77.4%) 1.1 (0.8–1.6) birds 24 (77.4%) n.a. birds 8 (25.8%) n.a. birds 2 (6.5%) Winter wren L: 138 8 (5.8%) ticks 9 (6.2%) 4 (2.9%) ticks 4 (2.8%) - (0%) ticks - (0%) 2 (1.4%) ticks 2 (1.4%) Troglodytes N: 7 1 (14.3%) n-I 0.83 - (0%), n-I 0.85 - (0%) n-I n.a. - (0%) n-I 0.91 troglodytes 2.7 (0.3–25.3) birds 5 (15.2%) n.a. birds 4 (12.1%) n.a. birds - (0%) n.a. birds 1 (3.0%) Whitethroat L: 18 - (0%) ticks - (0%) - (0%) ticks 1 (3.3%) - (0%) ticks 3 (10.3%) - (0%) ticks - (0%) S. communis N: 11 - (0%) birds - (0%) 1 (9.1%) birds 1 (5.6%) 3 (27.3%) birds 3 (16.7%) - (0%) birds - (0%) Treecreeper L: 4 1 (25%) ticks 1 (10%) - (0%) ticks - (0%) - (0%) ticks - (0%) - (0%) ticks - (0%) C. familiaris N: 6 - (0%) birds 1 (5.6%) - (0%) birds - (0%) - (0%) birds - (0%) - (0%) birds - (0%) Grasshopper L: 5 - (0%) ticks - (0%) - (0%) ticks - (0%) - (0%) ticks 1 (10%) - (0%) ticks - (0%) warbler L. naevia N: 5 - (0%) birds - (0%) - (0%) birds - (0%) 1 (20%) birds 1 (12.5%) - (0%) birds - (0%) Grey wagtail L: 1 - (0%) ticks 1 (10%) - (0%) ticks 1 (10%) 1 (100%) ticks 2 (20%) - (0%) ticks - (0%) M. cinerea N: 9 1 (11.1%) birds 1 (8.3%) 1 (11.1%) birds 1 (8.3%) 1 (11.1%) birds 2 (16.7%) - (0%) birds - (0%) Total L: 1,547 312 (20.2%) 188 (12.2%) 2 (0.1 %) 2 (0.1 %) N: 676 185 (27.2%) ticks 497 (22.2%) 97 (14.3%) ticks 285 (12.8%) 34 (5.0 %) ticks 36 (1.6%) 4 (0.6 %) ticks 6 (0.3%) 1.5 (1.2–1.8)* birds 76 (7.0%) 1.1 (0.9–1.5) birds 58 (5.4%) 40.0 (9.8–170.8)* birds 27 (2.5%) 4.6 (0.8-25.2) birds 5 (0.5%)
Ptáci v epidemiologii onemocnění člověka
Také další druhy roztočů byly označeny za potencionální přenašeče spirochet druhu Borrelia například roztoči z čeledi Trombiculidae konkrétně sametka podzimní Neotrombicula autumnalis (122). Sametka podzimní je drobný (0,2 mm) šestinohý jasně červený roztoč, jehož larvy se na konci léta líhnou a následně sají na obratlovcích včetně ptáků, psů, koček, plazů a člověka. Nesají přímo krev, ale způsobem mimotělního trávení tj. enzymaticky narušují pokožku a natrávenou tkáň nasávají zpět, což má za následek výrazné kožní změny. Postižení – trombikulóza - se díky sezónnímu výskytu nazývá podzimní erytém či srpnová vyrážka a je charakteristické zarudlými boláčky až puchýři a výrazným svěděním. Možnost přenosu boreliové infekce prostřednictvím trombikul a jejich šíření cestou ptačích hostitelů jsou podrobněji popsány v následující práci.
54 Exp Appl Acarol (2008) 44:307–314 DOI 10.1007/s10493-008-9150-1
Larvae of chigger mites Neotrombicula spp. (Acari: Trombiculidae) exhibited Borrelia but no Anaplasma infections: a Weld study including birds from the Czech Carpathians as hosts of chiggers
Ivan Literak · Alexandr A. Stekolnikov · Oldrich Sychra · Lenka Dubska · Veronika Taragelova
Received: 21 January 2008 / Accepted: 28 March 2008 / Published online: 10 April 2008 © Springer Science+Business Media B.V. 2008
Abstract Chigger mites were collected from 1,080 wild birds of 37 species at Certak (Czech Republic), in the western Carpathian Mountains, from 29 July to 24 September 2005. The prevalence of infestation with chigger larvae was 7%. A total of 325 chigger specimens from 10 bird species was identiWed and three chigger species were found: Neo- trombicula autumnalis, N. carpathica, and N. inopinata, the latter two species being reported on new hosts. Neotrombicula carpathica is reported in the Czech Republic for the Wrst time. A total of 509 chigger larvae found on 79 host specimens were examined by poly- merase chain reaction (PCR) for the presence of Borrelia burgdorferi s.l. DNA (fragments of the rrf (5S)—rrl (23S) intergenic spacer), and Anaplasma phagocytophilum DNA (epank1 gene). A fragment of speciWc Borrelia DNA was ampliWed through PCR in one sample, and the PCR product was further analyzed by reverse line blotting assay, whereby both genospecies of B. garinii and B. valaisiana were proved. This sample pooled Wve chig- ger larvae collected from one Sylvia atricapilla on 11 August 2005. No A. phagocytophilum DNA was ampliWed. We conclude that larvae of the genus Neotrombicula can be infected with Borrelia genospecies originated from their present or former hosts.
Keywords Neotrombicula · Borrelia garinii · Borrelia valaisiana · Anaplasma · Birds · Czech Republic
I. Literak (&) · O. Sychra · L. Dubska Department of Biology and Wildlife Diseases, Faculty of Veterinary Hygiene and Ecology, University of Veterinary and Pharmaceutical Sciences, Palackeho 1-3, 612 42 Brno, Czech Republic e-mail: [email protected]
A. A. Stekolnikov Zoological Institute, Russian Academy of Sciences, Saint Petersburg, Russia
V. Taragelova Institute of Zoology, Slovak Academy of Sciences, Bratislava, Slovakia 1 C 308 Exp Appl Acarol (2008) 44:307–314
Introduction
The role of chigger larvae (Acari: Trombiculidae) as vectors of the rickettsia Orientia tsutsu- gamushi is well known in Asia and other parts of the eastern hemisphere. In Europe, chigger larvae have been suggested as possible vectors of the bacteria Anaplasma phagocytophilum (Fernandez-Soto et al. 2001) and Borrelia burgdorferi sensu lato (Kampen et al. 2004). A total of 20 specimens of unfed Neotrombicula autumnalis larvae, collected on vegeta- tion in a mountainous zone of Spain, were tested for the presence of A. phagocytophilum based on detection of the species speciWc 151-bp segment of the 16S rRNA gene. This test showed at least a 10% infection with A. phagocytophilum (Fernandez-Soto et al. 2001). A further 30 specimens, collected from mice in the urban and periurban area of a small agri- cultural town in Spain, did not contain the A. phagocytophilum DNA. Fernandez-Soto et al. (2001) speculated that chigger larvae could contribute to the transmission of A. phagocytophilum. They also concluded that, as the infection occurred in unfed larvae of chiggers, N. autumnalis were true carriers of the bacteria, inheriting A. phagocytophilum through a transovarian transmission pathway. Larvae of N. autumnalis were screened for infection with B. burgdorferi s.l. by means of polymerase chain reaction (PCR) in Germany (Kampen et al. 2004), where 1,380 larvae found on vegetation and 634 larvae collected from 100 trapped micromammals were tested. Borrelial DNA was ampliWed from one larva feeding on Crocidura russula. Such a negligi- ble quantity suggested either that the uptake of borrelial spirochetes by feeding chiggers was extremely rare or that ingested spirochetes are rapidly digested. Results of experiments following a Weld study implied a possible transmission of B. garinii from mouse to chigger larva, and a transstadial and transovarial transmission of B. afzelii in their chigger host (Kampen et al. 2004). Nevertheless, the vector competence of Neotrombicula larvae remains unclear. The aims of this study have been to describe the prevalence of chigger larvae in wild birds in the Czech Carpathian Mountains during the postbreeding period and to elucidate whether chigger larvae play a role in the life history of tick-borne bacteria, as suggested in studies by Fernandez-Soto et al. (2001) and Kampen et al. (2004).
Materials and methods
Study location, birds examined, collection and identiWcation of chiggers, collection and examination of ticks Ixodes ricinus
Field investigations were conducted at Certak (49°34Ј N, 17°59Ј E) in the northeastern part of the Czech Republic, Certak is situated in the foothills of the western Beskidy mountain range, representing the westernmost part of the western Carpathian Mountains. Situated 370–400 m above sea level, this is a densely populated area with intensive agriculture and large areas of mixed forest. Birds were captured using mist nets placed in a forest near a stream. Mist nets were also placed along the forest edge adjoining cattle pastures. Birds were mist-netted from 29 July to 24 September 2005, and the nets were checked once every hour. Captured birds were processed and released back into the wild as quickly as possible to minimize disturbance. A total of 1,080 birds of 37 species were examined. Ectoparasites, including chiggers, were collected using tweezers and preserved in 70% ethanol. In the laboratory, about half of the chigger specimens were mounted in Faure- Berlese medium and identiWed using a light microscope with phase contrast and an ocular 1 C Exp Appl Acarol (2008) 44:307–314 309 micrometer. The monograph by Kudryashova (1998) and taxonomic papers by Stekolnikov (1997, 2001) were used for identiWcation of chiggers. This material is now deposited in the Zoological Institute, Saint Petersburg, Russia. The remaining chigger specimens were examined for presence of speciWc bacterial DNA. Ticks Ixodes ricinus found on a bird, on which chigger larvae positive for Borrelia DNA were found, were also tested individually for the presence of borrelial DNA in the same manner as were the chigger larvae.
PCR detection of pathogens
Chigger larvae collected from Turdus merula and T. philomelos were tested individually. Twelve and 67 larvae were examined from two specimens of T. merula and nine of T. philomelos, respectively. Chigger larvae from other species were pooled according to the scenario: one bird—one sample. Numbers of samples from diVerent host species, and total numbers of chigger larvae (in parentheses), were as follows: Cyanocita caeruleus 1 (8), Erithacus rubecula 19 (126), Parus major 5 (15), Poecile palustris 1 (1), Prunella modularis 20 (186), Pyrrhula pyrrhula 1 (1), Sylvia atricapilla 13 (57), and Troglodytes troglodytes 8 (33). A total of 509 chigger larvae found on 79 birds of 10 species were examined. Alkaline hydrolysis (Guy and Stanek 1991) was used to extract genomic DNA from individual chiggers, or pools of chiggers. All samples were subjected to a nested PCR tar- geting a fragment of the rrf (5S)—rrl (23S) intergenic spacer (IGS) of B. burgdorferi s.l. (Kurtenbach et al. 1998), using B. valaisiana and B. garinii DNA as positive controls. The 218–220 bp ampliWcation products were visualized on 1% agarose gels stained with ethi- dium bromide. The PCR products were further analyzed by the reverse line blot (RLB) assay using DNA probes speciWc to B. burgdorferi s.l., B. burgdorferi s.s., B. garinii, B. afzelii and B. valaisiana, as described previously by Hanincova et al. (2003) and Kurten- bach et al. (1998). As positive controls, amplicons derived from B. burgdorferi s.s., B. garinii, B. afzelii, and B. valaisiana were also blotted. The PCR approach (Walls et al. 2000), amplifying the epank1 gene with primers spe- ciWc for A. phagocytophilum was used to detect A. phagocytophilum DNA. PCR mixtures with a total volume of 25 l contained primers in Wnal concentration of 0.4 M each, 12.5 l of PCR Master Mix (REDTaq® ReadyMix™, Sigma-Aldrich) and 0.5 l of each mite extract in the case of a pooled reaction, and 1 l of DNA extract for a one-to-one reac- tion. Anaplasma phagocytophilum DNA was used as a positive control, while LA1 and LA6 primers and thermocycling conditions were as described elsewhere (Walls et al. 2000). The 444-bp ampliWcation products were visualized on 1% agarose gels stained with ethidium bromide.
Results
Chigger mites
Chigger mites were collected from 1,080 wild birds of 37 species. The prevalence of infes- tation with chigger larvae was 7%. Twelve species of Passeriformes were infested with chigger larvae (Table 1). A total of 325 chigger larvae were identiWed to the species level. Three species of the genus Neotrombicula were found: Neotrombicula autumnalis (n =65), N. carpathica (n = 178) and N. inopinata (n = 82). 1 C 310 Exp Appl Acarol (2008) 44:307–314 = 178) n N. carpathica ( =82) n N. inopinata ( = 65) n Neotrombicula autumnalis ( ed W = 325) n No. of chiggers identi ( Infestation (%) prevalence 1/2818/1963/691/2118/551/91/10 4 911/3241/16 49/33 5 333/3110/53 11 10 3 6 99 6 27 10 19 9 n.d. 86 n.d. 1 40 30 1 33 0 10 40 1 – 10 – 0 7 16 0 4 6 4 9 37 2 – – 0 6 53 0 0 9 39 1 6 – 5 – 27 1 20 1 5 26 infested/No. of examined Wildbirds infested with chigger larvae in the Czech Carpathians collected during the summer of2005 Cyanocita caeruleus Erithacus rubecula major Parus Poecile palustris Prunella modularis Pyrrhula pyrrhula europaea Sitta Sylvia atricapilla borin Sylvia Troglodytes troglodytes Turdus merula Turdus philomelos Table 1 speciesHost of No. level species the to determined not were mites n.d.—chigger 1 C Exp Appl Acarol (2008) 44:307–314 311
We did not Wnd chiggers on the following 25 species: Alcedo atthis (1 specimen exam- ined), Crex crex (1), Dendrocopos major (1), Picus canus (1), Aegithalos caudatus (23), Certhia familiaris (18), Lanius collurio (14), Motacilla cinerea (12), Regulus regulus (3), Poecile montanus (13), Emberiza citrinella (13), Fringilla coelebs (8), Coccothraustes coccothraustes (1), Ficedula albicollis (5), F. hypoleuca (23), Muscicapa striata (13), Phoenicurus phoenicurus (4), Acrocephalus palustris (1), Hippolais icterina (2), Locustella naevia (8), Phylloscopus collybita (42), P. sibilatrix (4), P. trochilus (5), Sylvia communis (18), and S. curruca (1).
Detection of Borrelia and Anaplasma DNAs
A fragment of the rrf (5S)—rrl (23S) IGS of B. burgdorferi s.l. was ampliWed in one chig- ger sample. An RLB assay proved the presence of both B. garinii and B. valaisiana. This sample pooled Wve chigger larvae collected from Sylvia atricapilla on 11 August 2005. On 8 August 2005 and 15 August 2005, the same bird, identiWed by its ring number, had been caught and examined at the same location. Chigger larvae and ticks I. ricinus were found on this bird during each of three examinations. The results for two chigger larvae and six ticks (four larvae and two nymphs) collected on 8 August 2005 were negative. The results for three tick larvae collected on 11 August 2005 were also negative, as were the results for 12 chigger larvae and 14 ticks (10 larvae and 4 nymphs) collected on 15 August 2005. In no sample, the epank1 gene of A. phagocytophilum DNA was ampliWed.
Discussion
Literak et al. (2001) noted that chiggers were often found on birds during their postbreed- ing migration in the Slovak and Polish Carpathians. They examined 1,354 birds of 59 spe- cies and found the prevalence of infestation to be 12%. As with this study, a high prevalence of infestation was found in Turdus philomelos, Prunella modularis, and Troglo- dytes troglodytes. The larvae of chiggers, therefore, are common parasites in birds in the Czech, as well as the Slovak and Polish, Carpathians in late summer, and especially in birds that feed on the ground. Neotrombicula autumnalis, a well-known agent of trombidiosis, is the main human- attacking chigger mite in Europe and has been recorded on a vast range of mammal and bird hosts. Neotrombicula carpathica has been reported on rodents from Ukraine (Trans- carpathia), Moldova (Kudryashova 1998), and Russia (Krasnodar Krai, Karachay-Cher- kessia, Kabardino-Balkaria, and North Ossetia-Alania) (Stekolnikov 2001). In this paper, N. carpathica is recorded for the Wrst time in the Czech Republic, and for the Wrst time on bird hosts. Moreover, there is a supposition, based on the analysis of geographic variabil- ity in the N. talmiensis species group, that all Wndings of N. talmiensis in Europe (South Russia, Moldova, Ukraine, Czech Republic, Slovakia, Albania, and Bulgaria) be attributed to N. carpathica (Stekolnikov 2002). This question needs further taxonomic investiga- tions. Neotrombicula inopinata is found in the Czech Republic, Great Britain, Austria, Germany, Bulgaria, France, states of former Yugoslavia, Ukraine (Transcarpathia), and Russia (North Ossetia-Alania and Stavropol Krai) (Daniel et al. 1995; Kudryashova 1998), where it is reported from many species of rodents, insectivores, and three bird species. In this paper, it is recorded for the Wrst time on Cyanocita caeruleus, Parus major, Prunella modularis, Sylvia atricapilla, Troglodytes troglodytes, Turdus merula, and Turdus philomelos. 1 C 312 Exp Appl Acarol (2008) 44:307–314
We detected two Borrelia species DNAs in chigger mite larvae of the genus Neo- trombicula collected from Sylvia atricapilla. Borrelia garinii is associated with neurobor- reliosis in humans (Wilske et al. 1996). The main reservoirs of B. garinii in the wild in Central Europe are two bird species, Turdus merula and T. philomelos (Taragelova et al. 2008). Moreover, in ticks collected from birds migrating during the postbreeding period in Sweden, B. garinii was the most frequently detected Borrelia species (Comstedt et al. 2006). We believe that the Neotrombicula larvae become infected while sucking the mac- erated tissue of the host (Coignoul 1976), possibly of the main reservoirs T. merula or T. philomelos, species commonly occurring at Certak. The prevalence of infestation with Neotrombicula spp. in T. merula and T. philomelos were 10% and 19%, respectively, while infestation with Neotrombicula spp. in S. atricapilla was only 3%. Sylvia atrica- pilla, however, is not an important reservoir of Borrelia spirochetes (Comstedt et al. 2006; Hanincova et al. 2003; Taragelova et al., 2008). It is noteworthy that our Wnding of Bor- relia spp. in larvae of Neotrombicula spp. on 11 August 2005 does not correlate with the negative results for larvae of Neotrombicula spp. collected on 8 and 15 August 2005. Fur- ther, it does not correlate with the negative results for I. ricinus ticks collected on 8, 11, and 15 August 2005 from the same bird. If the source of infection of Neotrombicula larvae was S. atricapilla specimen the mites had been collected from, we would expect positive results for Neotrombicula spp. larvae each time they were collected and, particularly, pos- itive results for I. ricinus ticks, which are highly susceptible to Borrelia infection. For this reason, we have to consider other sources than S. atricapilla (perhaps T. merula or T. philomelos), as well as transovarial and transstadial transmission of Borrelia genospe- cies in Neotrombicula spp., as suggested by Kampen et al. (2004). Should chigger larvae be proved to transmit borrelias, they could contribute to maintaining borrelias in autoch- thonous natural foci. Although there are rare reports on the association of Borrelia valaisiana with neurobor- reliosis (Diza et al. 2004, Saito et al. 2007), this Borrelia species is generally considered as non-pathogenic for humans. Borrelia valaisiana is a frequent spirochete in ticks collected from wild birds in Central Europe and Sweden (Comstedt et al. 2006, Taragelova et al. 2008) and, therefore, certain bird species in Europe are likely reservoirs of B. valaisiana. We suggest (just as for B. garinii) that the host (present or former) of Neotrombicula spp. was a reservoir of B. valaisiana, and that Neotrombicula larvae are infected while sucking the macerated tissue of this host. We summarize that larvae of Neotrombicula spp. can be infected with the Borrelia genospecies originating from their host in the same way as larvae and nymphs of the tick I. ricinus. Ixodes ricinus was found to be the main vector of A. phagocytophilum in Europe (Strle 2004). Anaplasma spp. were found also in a number of dermanyssoid mites throughout the world (Reeves et al. 2006). There is little information on the importance of wild birds in the life history of A. phagocytophilum. Wild birds and their ectoparasites (both I. ricinus ticks and Syringophilidae quill mites) were surveyed for infection with A. phagocytophilum in Poland (Skoracki et al. 2006). Amongst the birds captured in this study, 14 individuals, rep- resenting four species, hosted quill mites from the family Syringophilidae. Three of 14 mite pools recovered from 14 mite-infested birds harbored A. phagocytophilum DNA (amplify- ing both the epank1 and p44 genes). The PCR-positive pools originated from one T. merula and two Sturnus vulgaris. The speciWc biology of syringophilid mites, which parasitize exclusively inside the quills of feathers and feed on the host’s subcutaneous Xuids, implies that they must have acquired the pathogen from a bacteremic bird. These results provide the Wrst indirect evidence that at least some passerine hosts are prone to developing
1 C Exp Appl Acarol (2008) 44:307–314 313 systemic infections with A. phagocytophilum under natural conditions. Based on our results of Neotrombicula spp. mite examinations, we cannot support this hypothesis. Both bacterial agents Borrelia spp. and A. phagocytophilum were rarely found in chig- ger mite larvae collected on wild birds. In next Weld studies, an examinations of the birds the positive chiggers had been derived from should be also included in order to characterize a life cycle with chiggers of these agents and their importance for maintaining of Borrelia and Anaplasma foci in nature.
Acknowledgements This study was funded through grant No. MSM6215712402 from the Ministry of Education, Youth and Sports of the Czech Republic and Lenka Dubska received funding through grant No. 524-08-P139 from the Czech Science Foundation. We thank Dr. Miroslav Petrovec (Department of Infectious Diseases, University of Ljubljana, Slovenia) for providing A. phagocytophilum DNA, and Dr. Elena Kocia- nova (Institute of Virology, Bratislava, Slovakia) for a determination of ticks Ixodes ricinus. The authors de- clare that the study complies with the current laws of the Czech Republic.
References
Coignoul F (1976) Infestation par les Trombididae chez les carnivores domestiques. Ann Med Vet 120:549– 550 Comstedt P, Bergstrom S, Olsen B et al (2006) Migratory passerine birds as reservoirs of Lyme borreliosis in Europe. Emerg Infect Dis 12:1087–1095 Daniel M, Pejcoch M, Kaluz S (1995) Acarina: Prostigmata (Trombiculidae). Folia Fac Scient Nat Univ Mas- arykianae Brunensis, Biol 92:71–74 Diza E, Papa A, Vezyri E et al (2004) Borrelia valaisiana in cerebrospinal Xuid. Emerg Infect Dis 10:1692–1693 Fernandez-Soto P, Perez-Sanchez R, Encinas-Grandes A (2001) Molecular detection of Ehrlichia phagocy- tophila genogroup organisms in larvae of Neotrombicula autumnalis (Acari. Trombiculidae) captured in Spain. J Parasitol 87:1482–1483 Guy EC, Stanek G (1991) Detection of Borrelia burgdorferi in patients with Lyme disease by the polymerase chain-reaction. J Clin Pathol 44:610–611 Hanincova K, Taragelova V, Koci J et al (2003) Association of Borrelia garinii and B. valaisiana with song- birds in Slovakia. Appl Environ Microbiol 69:2825–2830 Kampen H, Scholer A, Metzen M et al (2004) Neotrombicula autumnalis (Acari, Trombiculidae) as a vector for Borrelia burgdorferi sensu lato? Exp Appl Acarol 33:93–102 Kudryashova NI (1998) Chigger mites (Acariformes, Trombiculidae) of East Paleartics (in Russian). KMK ScientiWc Press, Moscow Kurtenbach K, Peacey M, Rijpkema SGT et al (1998) DiVerential transmission of the genospecies of Borrelia burgdorferi sensu lato by game birds and small rodents in England. Appl Environ Microbiol 64:1169–1174 Literak I, Honza M, Pinowska B et al (2001) Larvae of trombiculid mites (Acarina: Trombiculidae) in wild birds in Slovak and Polish Carpathians. Acta Vet Brno 70:479–483 Reeves WK, Dowling APG, Dasch GA (2006) Rickettsial agents from parasitic Dermanyssoidea (Acari: Mesostigmata). Exp Appl Acarol 38:181–188 Saito K, Ito T, Asashima N et al (2007) Borrelia valaisiana infection in a Japanese man associated with traveling to foreign countries. Am J Trop Med Hyg 77:1124–1127 Skoracki M, Michalik J, Skotarczak B et al (2006) First detection of Anaplasma phagocytophilum in quill mites (Acari: Syringophilidae) parasitizing passerine birds. Microbes Infect 8:303–307 Stekolnikov AA (1997) Geographical variability of the chigger species Neotrombicula autumnalis and its interrelationships with N. caucasica stat. nov. (Trombiculidae) (in Russian). Parazitologiya 31:397–413 Stekolnikov AA (2001) New species and sympatric relations of the chigger mite species group talmiensis (Trombiculidae, Neotrombicula) (in Russian). Parazitologiya 35:496–518 Strle F (2004) Human granulocytic ehrlichiosis in Europe. Int J Med Microbiol 293:S37, 27–35 Stekolnikov AA (2002) Variability of chigger mites of the N. talmiensis group, genus Neotrombicula Hirst, 1925, (Acari, Trombiculidae) in areas of sympatry in the Western Caucasus. Entomol Rev 82:1178–1189 Taragelova V, Koci J, Hanincova K et al (2008) Blackbirds and song thrushes constitute a key reservoir of Borrelia garinii, the causative agent of borreliosis in Central Europe. Appl Environ Microbiol 74:1289– 1293
1 C 314 Exp Appl Acarol (2008) 44:307–314
Walls JJ, Caturegli P, Bakken JS et al (2000) Improved sensitivity of PCR for diagnosis of human granulo- cytic ehrlichiosis using epank1 genes of Ehrlichia phagocytophila-group ehrlichiae. J Clin Microbiol 38:354–356 Wilske B, Busch U, EiVert H et al (1996) Diversity of OspA and OspC among cerebrospinal Xuid isolates of Borrelia burgdorferi sensu lato from patients with neuroborreliosis in Germany. Microbiol Immunol 184:195–201
1 C Ptáci v epidemiologii onemocnění člověka
Anaplasmóza. Dalším patogenem asociovaným s klíšťaty je Anaplasma phagocytophilum, což je gramnegativní intracelulární bakterie z řádu Rickettsiales. Druh Anaplasma phagocytophilum zahrnuje původce koňské ehrlichiózy dříve nazávaného Ehrlichia equi, původce HGE (lidské granulocytární ehrlichiózy) dnes anaplasmózy, a patogena dříve označovaného jako Ehrlichia phagocytophila. Anaplasma napadá granulocyty savců včetně člověka. Většina humánních infekcí proběhne inaparentně, přičemž evropské případy se zdají být méně vážné než ty ze Severní Ameriky. Anaplasmóza se projevuje jako horečka doprovázená bolestí hlavy a myalgií. U postížených zachycujeme pancytopenii, zvýšení jaterních aminotransferáz, alkalické fosfatázy a laktátdehydrogenázy, klinicky lymfadenopatií (150). Z kožních projevů je to vyrážka, plicní manifestací je suchý kašel (150) a přítomnost infiltrátů (123), postižení trávicí soustavy se projevuje nevolností, zvracením, průjmem a bolestí břicha (33). Onemocnění je zvládnutelné antibiotiky (126). Pokud se tak nestane, může mít až fatální následky. Průběh evropských případů byl příznivý, USA udávají mortalitu 0 - 5% (9, 253, 255), přičemž většina úmrtí je byla následkem oportunních infekcí v důsledku imunosuprese spojené s neutropenií navozené anaplasmou či jinou komplikací (21, 115). Anaplasma phagocytophilum se pohybuje v cyklu klíště – přežvýkavec - hlodavec. Většina nemocných anaplasmózou uvedla v 7 - 30 dnů v předchorobí napadení klíštětem. Podobně jak v případě borelií se za hlavní rezervoár považují myšice, rejsci a hraboši (40, 147). Bakterie byla zachycena také ve větších savcích jako jsou ovce, psi, kozy a koně (40, 181, 195, 231) a také se uvažuje o úloze ptáků v šíření tohoto patogena (31, 51). Bylo provedeno několik studií, které se zabývají aviárním aspektem šíření Anaplasma phagocytophilum. A. phagocytophilum byla zachycena v několika nedospělých jedincích klíštěte obecného sajících na tažných ptácích v Kaliningradě na jaře a podzim 2000 (11). Ve švédské studii z jara 1996 nebyla anaplasma zachycena ani v jedné z 51 larev I. ricinus a byla zachcena v 9 ze 112 nymf (8%) (31). V německé studii byla v lese nedaleko Berlína vlajkováním sbírána klíšťata a v nich detekován patogen a přítomnost DNA s předchozího hostitele. Ze 127 nymf byla anaplasma zachycena v 5 případech, u kterých byla v jedno případě zároveň prokázána DNA z přežvýkavce, ve dvou případech z hlodavce a ve dvou nebyla určena. Souběžná detekce ptačí DNA a DNA A. phagocytophilum nebyla prokázána (192). Dvě
63 Ptáci v epidemiologii onemocnění člověka polské práce zabývající se infekcí anaplasmou u ptáků popisují přítomnost tohoto patogena ve 3 ze 73 dospělých klíšťat vlajkovaných z vegetace a v roztočích čeledi Syringophilidae, jež parazitují výhradně v brku ptačích jedinců, což ovšem nebylo doprovázeno záchytem A. phagocytophilum v 442 klíšťatech sajících na těchto ptácích či v jejich krvi (217, 218). V Portugalsku nebyla A. phagocytophilum zachycena v žádném ze 152 klíšťat sajících na 40 volně žijících ptácích chycených od ledna 2002 do prosince 2004 (211). Studie ze Severní Ameriky popisuje 0,4% výskyt anaplasmy u klíšťat I. scapularis u tažných ptáků v Kanadě (182). My jsme studovali výskyt Anaplasma phagocytophilum u klíšťat sajících na tažných ptácích na Novojičínsku na lokalitě zvané Čerťák (blíže popsáno v přiloženém rukopise týkajícím se borelií) a to ve dvou obdobích v jarním období (duben 2007) a v pohnízdním období (srpen – září 2005). Změna v četnosti výskytu byla pozorována u pěnice černohlavé S. atricapilla, která byla dominantním druhem v jarních měsících a jejíž výskyt byl dvakrát nižší v letním období. Výrazně vyšší zastoupení v letním období jsme naopak pozorovali u červenky obecné Erithacus rubecula, která byla dominanntím druhem v letním odchytu, a také u pěnkavy obecné Fringilla coelebs.
Graf 1: Zastoupení jednotlivých druhů ptáků na téže lokalitě v pozdním létě a na
45,00
40,00
35,00
S. atricapilla ů 30,00 E. rubecula P. major P. modularis 25,00 T. philomelus P. collybita T. merula 20,00 T. troglodytes C. caerulus 15,00 E. citrinella % zastoupení jednotlivých druh jednotlivých % zastoupení F. coelebs
10,00
5,00
0,00 pozdní léto 2005 jaro 2007
64 Ptáci v epidemiologii onemocnění člověka jaře.
Všechna nasbíraná klíšťata z roku 2005 byla určena jako klíště obecné Ixodes ricinus. Stejně tak v roce 2007 až na jedno klíště Ixodes arboricola sající na sýkoře koňadře spolu se dvěma I. ricinus. Tabulka (Tabulka 2) na naslédující straně shrnuje druhové zastoupení a infestaci klíšťaty v obou zmíněných obdobích.
65 Pohnízdní období – léto 2005 Jaro 2007
et et et et č č č č
rný po rný rný po rný rný po rný rný po rný ených ených ených ených ů ů
ě ě ě ě ř ř ů ů ů ů at at u at u druhu at u druhu at at u at u druhu at u druhu et / et et / et et et m m m m ť ť ť ť ť ť č č č č č č ů ů ů ů Po zastoupení vyšet pták Po odebraných klíš Zastoupení / Zastoupení po napadených pták Pr klíš napadaných napadaných jedinc Pr klíš Po zastoupení vyšet pták Po odebraných klíš Zastoupení / Zastoupení po napadených pták Pr klíš napadaných napadaných jedinc Pr klíš pěnice černohlavá 323 / 275 35,3 % / 2,41 0,85 126 / 4 3,2 % / 4 1 0,03 Sylvia atricapilla 29,8 % 114 15,1 % červenka obecná 197 / 281 47,2 % / 3,02 1,43 328 / 412 44,8 % / 2,80 1,26 Erithacus rubecula 18,2 % 93 39,3 % 147 sýkora koňadra 69 / 6,4% 174 58,0 % 40 4,35 2,52 56 / 6,7% 48 37,5% / 21 2,29 0,86 Parus major pěvuška modrá 55 / 5,1% 412 90,9 % / 8,24 7,49 29 / 3,5% 158 93,1 % / 5,85 5,45 Prunella modularis 50 27 drozd zpěvný 53 / 4,9% 264 77,4 % / 6,43 4,98 20 / 2,4% 50 75 % / 15 3,33 2,5 Turdus philomelos 41 budníček menší 42 / 3,9% 5 9,5 % / 4 1,25 0,12 44 / 5,3% 7 9,1 % / 4 1,75 0,16 Phylloscopus collybita kos černý 31 / 2,9% 579 90,3 % / 20,7 18,67 32 / 3,8% 266 90,6 % / 9,17 8,31 Turdus merula 28 29 sýkora modřinka 29 / 2,7% 4 10,3 % / 3 0,75 0,14 20 / 2,4% 0 0 -- 0 Cyanistes caeruleus střízlík obecný 33 / 3,0% 145 75,8 % / 5,8 4,4 11 / 1,3% 9 54,5 % / 6 1,50 0,82 Troglodytes troglodytes 25 lejsek černohlavý 23 / 2,1% 5 4,34 % / 1 5 0,22 14 / 1,7% 0 0 -- 0 Ficedula hypoleuca mlynařík dlouhoocasý 23 / 2,1% 0 0 -- 0 7 / 0,8% 0 0 -- 0 Aegithalos caudatus sýkora babka 21 / 1,9% 3 14,3 % / 3 1 0,14 8 / 1,0% 0 0 -- 0 Poecile palustris pěnice hnědokřídlá 18 / 1,7% 29 61,1 % / 2,64 1,61 3 / 0,4% 0 0 -- 0 Sylvia communis 11 šoupálek dlouhoprstý 18 / 1,7% 9 33,3 % / 6 1,5 0,5 6 / 0,7% 0 0 -- 0 Certhia familiaris Pohnízdní období – léto 2005 Jaro 2007
et et et et č č č č
rný po rný rný po rný rný po rný rný po rný ených ených ených ených ů ů
ě ě ě ě ř ř ů ů ů ů at at u at u druhu at u druhu at at u at u druhu at u druhu et / et et / et et et m m m m ť ť ť ť ť ť č č č č č č ů ů ů ů Po zastoupení vyšet pták Po odebraných klíš Zastoupení / Zastoupení po napadených pták Pr klíš napadaných napadaných jedinc Pr klíš Po zastoupení vyšet pták Po odebraných klíš Zastoupení / Zastoupení po napadených pták Pr klíš napadaných napadaných jedinc Pr klíš pěnice slavíková 16 / 1,5% 1 6,25 % / 1 1 0,06 ------Sylvia borin ťuhýk obecný 14 / 1,3% 4 21,4 % / 3 1,33 0,29 ------Lanius collurio sýkora lužní 13 / 1,2% 9 38,5 % / 5 1,8 0,69 8 / 1,0% 1 12,5 % / 1 1 0,13 Poecile montanus lejsek šedý 13 / 1,2% 1 7,69 % / 1 1 0,08 ------Muscicapa striata strand obecný 13 / 1,2% 0 0 -- 0 22 / 2,6% 1 4,5 % / 1 1 0,05 Emberiza citrinella konipas horský 12 / 1,1% 10 25,0 % / 3 3,3 0,83 ------Motacilla cinerea brhlík lesní 10 / 0,9% 5 30 % / 3 1,7 0,5 ------Sitta europaea hýl obecný 9 / 0,8% 6 44,4 % / 4 1,5 0,67 2 0 0 -- 0 Pyrrhula pyrhulla cvrčilka zelená 8 / 0,7% 10 25 % / 2 5 1,25 ------Locustella naevia pěnkava obecná 8 / 0,7% 4 12,5 % / 1 4 0,5 43 / 5,1% 47 34,9 % / 3,13 1,09 Fringilla coelebs 15 budníček větší 5 / 0,5% 0 0 -- 0 7 / 0,8% 0 0 -- 0 Phylloscopus trochilus lejsek bělokrký Ficedula 5 / 0,5% 0 0 -- 0 1 0 0 -- 0 albicollis rehek zahradní 4 / 0,4% 3 25 % / 1 3 0,75 3 / 0,4% 0 0 -- 0 Phoenicurus phoenicurus budníček lesní 4 / 0,4% 0 0 0 0 ------Phylloscopus sibilatrix Pohnízdní období – léto 2005 Jaro 2007
et et et et č č č č
rný po rný rný po rný rný po rný rný po rný ených ených ených ených ů ů
ě ě ě ě ř ř ů ů ů ů at at u at u druhu at u druhu at at u at u druhu at u druhu et / et et / et et et m m m m ť ť ť ť ť ť č č č č č č ů ů ů ů Po zastoupení vyšet pták Po odebraných klíš Zastoupení / Zastoupení po napadených pták Pr klíš napadaných napadaných jedinc Pr klíš Po zastoupení vyšet pták Po odebraných klíš Zastoupení / Zastoupení po napadených pták Pr klíš napadaných napadaných jedinc Pr klíš králíček obecný 3 / 0,3% 0 0 -- 0 2 / 0,2% 0 0 -- 0 Regulus regulus sedmihlásek hajní 2 / 0,2% 0 0 -- 0 ------Hippolais icterina dlask tlustozobý 1 / 0,1% 2 100 % / 1 2 2 11 / 1,3% 8 36,4 % / 4 2,0 0,73 Coccothraustes coccothraustes chřástal polní 1 / 0,1% 0 0 -- 0 ------Crex crex ledňáček říční 1 / 0,1% 0 0 -- 0 ------Alcedo atthis pěnice pokřovní 1 / 0,1% 0 0 -- 0 4 / 0,5% 0 0 -- 0 Sylvia curruca strakapoud velký 1 /0,1% 0 0 -- 0 5 / 0,6% 0 0 -- 0 Dendrocopos major žluna šedá 1 / 0,1% 0 0 -- 0 ------Picus canus stehlík obecný ------1 / 0,1% 1 100 % / 1 1 1 Carduelis carduelis zvonek zelený ------1 / 0,1% 3 100 % / 1 3 3 Carduelis chloris sýkora úhelníček ------16 / 1,9% 2 12,5 % / 2 1 0,13 Parus ater drozd brávník ------1 / 0,1% 0 0 -- 0 Turdus viscivorus křivka obecná ------1 / 0,1% 0 0 -- 0 Loxia curvirostra linduška lesní ------1 / 0,1% 0 0 -- 0 Anthus trivialis Pohnízdní období – léto 2005 Jaro 2007
et et et et č č č č
rný po rný rný po rný rný po rný rný po rný ených ených ených ených ů ů
ě ě ě ě ř ř ů ů ů ů at at u at u druhu at u druhu at at u at u druhu at u druhu et / et et / et et et m m m m ť ť ť ť ť ť č č č č č č ů ů ů ů Po zastoupení vyšet pták Po odebraných klíš Zastoupení / Zastoupení po napadených pták Pr klíš napadaných napadaných jedinc Pr klíš Po zastoupení vyšet pták Po odebraných klíš Zastoupení / Zastoupení po napadených pták Pr klíš napadaných napadaných jedinc Pr klíš slavík obecný ------1 / 0,1% 0 0 -- 0 Luscinia megarhynchos strakapoud malý ------1 / 0,1% 0 0 -- 0 Dendrocopos minor Total 1084 2240 51,8 % / 5,06 2,06 835 1017 33,3 % / 3,66 1,22 562 278
Ptáci v epidemiologii onemocnění člověka
Podle očekávání byla infestace klíšťaty vyšší během letního pozorování v souladu s aktivitou klíšťat právě v těchto měsících. V letním bylo alespoň jedním klíšťatem napadeno 51,8 % vyšetřených jedinců s průměrnou denzitou 2,06 klíštěte na jednoho ptáka. V jarním období bylo celkově napadeno 33,3 % ptáků a průměrná hustota infestace byla 1,22 parazita na ptačího jedince. Nejvyšší promořenost klíšťaty, která se výrazně nelišila mezi obdobími jsme pozorovali u pěvušky modré, kosa černého a drozda zpěvného. Výrazně nižší infestace na jaře byla zachycena u pěnice černohlavé (S. atricapilla), sýkory koňadry (P. major) a střízlíka obecného (T. troglodytes). U ostatních druhů jsme nepozorovali výraznější změnu v infestaci mezi jarním a pozdně letním obdobím.
Graf 2: Zastoupení jedinců jednotlivých ptačích druhů, na kterých sálo alespoň jedno klíště.
100,00
90,00 (%)
ů 80,00
S. atricapilla 70,00 E. rubecula ích druh ích
č P. major P. modularis 60,00 T. philomelus P. collybita 50,00 T. merula T. troglodytes C. caerulus 40,00 E. citrinella F. coelebs aty u jednotlivých pta ť 30,00
20,00 infestace klíš
10,00
0,00 pozdní léto 2005 jaro 2007
Všechna klíšťata sající na ptácích byla určena z hlediska vývojového stádia a byl u nich určen stupeň nasátosti jako hladové – poloplné - plné. Všechna klíšťata byla nedospělá tj. larvy nebo nymfy. V jarním sběru převažovala larvální stádia, která tvořila 69,8 % zachcených klíšťat, zatímco v pozdně letním období představovaly larvy pouze 38,6 % odebraných klíšťat. Tento statisticky významný posun směrem
70 Ptáci v epidemiologii onemocnění člověka k larvám v pozdně letních měsících (OR=3,7, 95% CI – 3,1 - 4,3) může být způsoben vylíhnutím larev z vajíček nakladených samičkami během jara/léta téhož roku. Z hlediska objemu potravy v klíštěti bylo v pozdně letním sběru 891 (40%) určeno jako hladové, 1128 (50%) jako poloplné a 221 (10%) jako plné. V jarním sběru v roce 2007 bylo hladových 330 (33 %), 491 (49%) poloplných a 181 (19%) plných. Sběr klíštat z ptáků byl doplněn sběrem klíštat z vegetace tzv. vlajkováním na stejné lokalitě. Oba sběry se uskutečnily v jarních měsících: v dubnu 2006 a v dubnu 2007 a byly zachyceny výhradně jedinci I. ricinus. V roce 2006 bylo nasbíráno 24 nymf, 39 samečků a 46 samiček. V roce 2007 byly vyvlajkovány 2 larvy, 366 nymf, 37 samečků a 22 samiček. Anaplasma phagocytophilum byla zachycena u 14 klíšťat sajících na ptácích na konci léta 2005 a pouze u jedné polonasáté nymfy sající na pěvušce modré na jaře 2007. Na konci léta jsme tedy zachytily významně (OR=6,4 90% CI – 1,2- 35,1) vyšší infekci u klíšťat sajících na ptácích oproti jarnímu období.
Tabulka 3: Přehled klíšťat nasbíraných v létě 2005, u kterých byla zachycena A. phagocytophilum.
č.vzorku Druh St adi m klíšt ět e Napit ost 1. 40/ 1 červenka obecná N pl né 2. 667/ 2 kos černý N pol opl né 3. 111/ 1 pěni ce černohl avá L pol opl né 4. 592/ 2 pěni ce černohl avá L pol opl né 5. 640/ 1 pěni ce černohl avá L pol opl né 6. 57/ 1 pěvuška modrá N hl adové 7. 87/ 15 pěvuška modrá** L hl adové 8. 87/ 16 pěvuška modrá** L hl adové 9. 87/ 20 pěvuška modrá** L hl adové 10. 75/ 2 střízlík obecný L hl adové 11. 105/ 1 střízlík obecný L hl adové 12. 39/ 2 sýkora konadra L hl adové 13. 72/ 1 sýkora konadra L pol opl né 14. 601/ 2 sýkora konadra L pol opl né ** vzorky pocházejí od j ednoho pt ačí ho j edi nce
71 Ptáci v epidemiologii onemocnění člověka
Tabulka 4: Přehled záchytu klíšťat infikovaných A. phagocytophilum ve dvou vyšetřovaných obdobích. % (počet) infikovaných % (počet) infikovaných klíšťat –pohnízdní období klíšťat –jaro 2007 2005 Červenka obecná 0,7 (2) 0 Kos černý 0,2 (1) 0 Pěnice černohlavá 1,1 (3) 0 Pěvuška modrá 1,0 (4) 0,6 (1) Střízlík obecný 1,4 (2) 0 Sýkora koňadra 1,7 (3) 0
Detekce A. phagocytophilum byla provedena pomocí PCR amplifikace genu epank a genu pro 16s rRNA. Postup je podrobně popsán v bakalářské práci Pavla Klimši, studenta FVHE, VFU Brno s názvem „Klíšťaty přenášené nákazy v ČR: aviární aspekty šíření Anaplasma phagocytophilum“; vedoucí BP – Lenka Dubská, obhájeno červen 2008.
Anaplasma phagocytophilum ani bakterie rodu Ehrlichia se u klíšťat nepřenáší transovariální cestou (109, 148, 152), zatímco se předpokládá transstadiální přenos této bakterie (181). V našem celkovém souboru ze dvou sběrů na ptácích jsme zachytili nižší (i když statisticky nevýznamné) infekce v nymfách než v larvách doprovázené nulovým záchytem A. phagocytophilum v dospělých klíšťatech číhajících na vegetaci. Tento nález si můžeme vysvětlovat tak, že sání klíštěte v předchozím stádiu na jiném obratlovci na sledovaném místě nepřispělo k jeho infekci A. phagocytophilum a tudíž, že ptáci jsou dominantním rezervoárem této bakterie. Je ovšem také možné, že transstadiální přenos A. phagocytophilum není plně efektivní a tedy že u některých jedinců klíštěte obecného mizí bakterie spolu s potravou v závislosti na délce metamorfózy a stupně vyhladovění. Každopádně vzhledem k záchytu několika larev klíštěte obecného s přítomností anaplasmy je zřejmé, že u výše zmíněných ptačích druhů existuje možnost přenosu A. phagocytophilum na klíště. Tento závěr je podpořen faktem, že u jednoho jedince pěvušky modré z pozdně letního období roku 2005 jsme zachytili 3 klíšťata pozitivní na přítomnost tohoto patogena. Záchyt nižší infekce A.
72 Ptáci v epidemiologii onemocnění člověka phagocytophilum u klíšťat na ptactvu z dubna než z pozdního léta může být vysvětlen přechodnou bakterémií u ptačích jedinců, která nepřetrvá přes zimní období a vyskytne se až v návaznosti na novou expozici infikovaným klíšťatům v období jejich aktivity. Alternativní hypotézou může být zvýšená aktivace patogena v ptačím těle v rámci předmigračního neklidu jak to bylo popsáno v případě boreliových spirochet (92).
Mezi vektorem přenášené patogeny patří také eukaryotní organizmy rodu Babesia. Babesie jsou intraerytrocytární protozoa přanášená klíšťaty, která způsobují onemocnění psů, člověka a skotu. Etiologickým agens lidské babesiózy je B. microti a B. divergens, přičemž B. microti je severoamerickým druhem infikujícím hlodavce (167) a B. divergens se vyskytuje převážně v Evropě a způsobuje také onemocnění skotu (35) a ptáků (116, 171). Babesiózu psů způsobuje B. canis. Infekce u člověka se objevuje v návaznosti na sezónní aktivitu klíšťat a většinou probíhá asymptomaticky. Projevy onemocnění jsou většinou u starších lidí nebo u imunosuprimovaných jedinců (např. po splenektomii). Symptomy jsou pak vážné: přetrvávající vysoká horečka, zimnice, myalgie, bolesti hlavy, intravaskulární hemolýza s hemoglobinurií (163). Původci lidské babesiózy jsou asociovaní s vektory napdajícími člověka včetně druhů Ixodes scapularis (191) a I. ricinus (34, 205). Úloha ptáků při distribuci těchto patogenů nebyla zatím potvrzena (218), nicméně bude předmětem dalšího zkoumání.
Na závěr bych chtěla zmínit úlohu volně žijících ptáků v epidemiologii toxoplasmózy člověka. Ptáci stejně jako člověk jsou koncovým hostitelem Toxoplasma gondii. Přenašečem onemocnění jsou kočkovité šelmy (153). Infekce byla zaznamenána u mnoha ptačích druhů, jak bylo uvedeno v předchozí kapitole. Infekce toxoplazmou může vést k poškození CNS, slepotě a změnách chování ptačích jedinců (62), kteří se pak snadněji stanou kořistí koček, z nichž se oocysty T. gondii přenášejí na člověka. Infekce člověka probíhá většinou inaparentně nebo mírnou uzlinovou formou. Nebezpěčná je infekce v prvním a druhém trimestru gravidity, kdy tachyzoiti prostupem přes placentu mohou vážně poškodit embryo/plod (130).
73
LITERATURA 1. 2003. Update: Detection of West Nile virus in blood donations--United States, 2003. MMWR Morb Mortal Wkly Rep 52:916-9. 2. 2002. Update: Investigations of West Nile virus infections in recipients of organ transplantation and blood transfusion--Michigan, 2002. MMWR Morb Mortal Wkly Rep 51:879. 3. 2004. Update: West Nile virus screening of blood donations and transfusion-associated transmission--United States, 2003. MMWR Morb Mortal Wkly Rep 53:281-4. 4. 1999. Update: West Nile-like viral encephalitis--New York, 1999. MMWR Morb Mortal Wkly Rep 48:890-2. 5. Abulreesh, H. H., T. A. Paget, and R. Goulder. 2006. Campylobacter in waterfowl and aquatic environments: Incidence and methods of detection. Environmental Science & Technology 40:7122-7131. 6. Ackland, J. R., D. A. Worswick, and B. P. Marmion. 1994. Vaccine prophylaxis of Q fever. A follow-up study of the efficacy of Q-Vax (CSL) 1985-1990. Med J Aust 160:704-8. 7. Adler, P. H., D. Roach, W. K. Reeves, J. P. Flanagan, M. E. Morrow, and J. E. Toepfer. 2007. Attacks on the endangered Attwater's Prairie-Chicken (Tympanuchus cupido attwateri) by black flies (Diptera : Simuliidae) infected with an avian blood parasite. Journal of Vector Ecology 32:309-312. 8. Afonso, C. L., E. R. Tulman, Z. Lu, L. Zsak, G. F. Kutish, and D. L. Rock. 2000. The genome of fowlpox virus. Journal of Virology 74:3815-3831. 9. AgueroRosenfeld, M. E., H. W. Horowitz, G. P. Wormser, D. F. McKenna, J. Nowakowski, J. Munoz, and J. S. Dumler. 1996. Human granulocytic ehrlichiosis: A case series from a medical center in New York state. Annals of Internal Medicine 125:904-908. 10. Aitken, I. D. 1989. Clinical aspects and prevention of Q fever in animals. Eur J Epidemiol 5:420-4. 11. Alekseev, A. N., H. V. Dubinina, A. V. Semenov, and C. V. Bolshakov. 2001. Evidence of ehrlichiosis agents found in ticks (Acari : Ixodidae) collected from migratory birds. Journal of Medical Entomology 38:471-474. 12. Allander, T., K. Andreasson, S. Gupta, A. Bjerkner, G. Bogdanovic, M. A. Persson, T. Dalianis, T. Ramqvist, and B. Andersson. 2007. Identification of a third human polyomavirus. J Virol 81:4130-6. 13. Allison, H. E. 2007. Stx-phages: drivers and mediators of the evolution of STEC and STEC-like pathogens. Future Microbiology 2:165-174. 14. Amirlak, I., and B. Amirlak. 2006. Haemolytic uraemic syndrome: An overview. Nephrology 11:213-218. 15. Asbrink, E., E. Brehmerandersson, and A. Hovmark. 1986. Acrodermatitis Chronica Atrophicans - a Spirochetosis - Clinical and Histopathological Picture Based on 32 Patients - Course and Relationship to Erythema Chronicum Migrans Afzelius. American Journal of Dermatopathology 8:209-219. 16. Aubert, D., M. E. Terrier, A. Dumetre, J. Barrat, and I. Villena. 2008. Prevalence of Toxoplasma gondii in raptors from France. Journal of Wildlife Diseases 44:172-173. 17. Austin, R. J., T. L. Whiting, R. A. Anderson, and M. A. Drebot. 2004. An outbreak of West Nile virus-associated disease in domestic geese (Anser anser domesticus) upon initial introduction to a geographic region, with evidence of bird to bird transmission. Can Vet J 45:117-23. 18. Autorino, G. L., A. Battisti, V. Deubel, G. Ferrari, R. Forletta, A. Giovannini, R. Lelli, S. Murri, and M. T. Scicluna. 2002. West Nile virus epidemic in horses, Tuscany region, Italy. Emerg Infect Dis 8:1372-8. 19. Aydin, L., and S. Bakirci. 2007. Geographical distribution of ticks in Turkey. Parasitology Research 101:S163-S166. 20. Ayres, J. G., E. G. Smith, and N. Flint. 1996. Protracted fatigue and debility after acute Q fever. Lancet 347:978-9. 21. Bakken, J. S., J. Krueth, C. WilsonNordskog, R. L. Tilden, K. Asanovich, and J. S. Dumler. 1996. Clinical and laboratory characteristics of human granulocytic ehrlichiosis. Jama-Journal of the American Medical Association 275:199-205. 22. Bakonyi, T., K. Erdelyi, K. Ursu, E. Ferenczi, T. Csorgo, H. Lussy, S. Chvala, C. Bukovsky, T. Meister, H. Weissenbock, and N. Nowotny. 2007. Emergence of Usutu virus in Hungary. Journal of Clinical Microbiology 45:3870-3874.
74
23. Berglund, J., R. Eitrem, K. Ornstein, A. Lindberg, A. Ringner, H. Elmrud, M. Carlsson, A. Runehagen, C. Svanborg, and R. Norrby. 1995. An Epidemiologic-Study of Lyme- Disease in Southern Sweden. New England Journal of Medicine 333:1319-1324. 24. Bernier, G., M. Morin, and G. Marsolais. 1981. A Generalized Inclusion Body Disease in the Budgerigar (Melopsittacus-Undulatus) Caused by a Papovavirus-Like Agent. Avian Diseases 25:1083-1092. 25. Bernit, E., J. Pouget, F. Janbon, H. Dutronc, P. Martinez, P. Brouqui, and D. Raoult. 2002. Neurological involvement in acute Q fever: a report of 29 cases and review of the literature. Arch Intern Med 162:693-700. 26. Bettelheim, K. 2008. Re: Isolation of Escherichia Coli O157:H7 strains that do not produce Shiga toxin from bovine, avian and environmental sources. Lett Appl Microbiol 46:281. 27. Bettelheim, K. A. 2003. Non-O157 verotoxin-producing Escherichia coli: A problem, paradox, and paradigm. Experimental Biology and Medicine 228:333-344. 28. Beyaz, L., K. S. Gumussoy, Y. Cam, S. Abay, and A. Atasever. 2008. Systemic Aspergillosis in some wild bird species at Kayseri Zoo. Ankara Universitesi Veteriner Fakultesi Dergisi 55:31-35. 29. Bielaszewska, M., J. Janda, K. Blahova, J. Feber, V. Potuznik, and A. Souckova. 1996. Verocytotoxin-producing Escherichia coli in children with hemolytic uremic syndrome in the Czech Republic. Clinical Nephrology 46:42-44. 30. Bielaszewska, M., and H. Karch. 2005. Consequences of enterohaemorrhagic Escherichia coli infection for the vascular endothelium. Thrombosis and Haemostasis 94:312-318. 31. Bjoersdorff, A., S. Bergstrom, R. F. Massung, P. D. Haemig, and B. Olsen. 2001. Ehrlichia-infected ticks on migrating birds. Emerging Infectious Diseases 7:877-879. 32. Blahova, K., J. Janda, J. Kreisinger, E. Matejkova, and A. Sediva. 2002. Long-term follow-up of Czech children with D plus hemolytic-uremic syndrome. Pediatric Nephrology 17:400-403. 33. Blanco, J. R., and J. A. Oteo. 2002. Human granulocytic ehrlichiosis in Europe. Clinical Microbiology and Infection 8:763-772. 34. Blaschitz, M., M. Narodoslavsky-Gfoller, M. Kanzler, G. Stanek, and J. Walochnik. 2008. Babesia species occurring in Austrian Ixodes ricinus ticks. Applied and Environmental Microbiology 74:4841-4846. 35. Bock, R., L. Jackson, A. De Vos, and W. Jorgensen. 2004. Babesiosis of cattle. Parasitology 129:S247-S269. 36. Botzler, R. G. 1991. Epizootiology of Avian Cholera in Wildfowl. Journal of Wildlife Diseases 27:367-395. 37. Boulanger, D., T. Smith, and M. A. Skinner. 2000. Morphogenesis and release of fowlpox virus. Journal of General Virology 81:675-687. 38. Bradbury, J. M. 2005. Gordon Memorial Lecture. Poultry mycoplasmas: sophisticated pathogens in simple guise. Br Poult Sci 46:125-36. 39. Broman, T., H. Palmgren, S. Bergstrom, M. Sellin, J. Waldenstrom, M. L. Danielsson- Tham, and B. Olsen. 2002. Campylobacter jejuni in black-headed gulls (Larus ridibundus): Prevalence, genotypes, and influence on C. jejuni epidemiology. Journal of Clinical Microbiology 40:4594-4602. 40. Brouqui, P., J. S. Dumler, R. Lienhard, M. Brossard, and D. Raoult. 1995. Human Granulocytic Ehrlichiosis in Europe. Lancet 346:782-783. 41. Brouqui, P., H. T. Dupont, M. Drancourt, Y. Berland, J. Etienne, C. Leport, F. Goldstein, P. Massip, M. Micoud, A. Bertrand, and et al. 1993. Chronic Q fever. Ninety- two cases from France, including 27 cases without endocarditis. Arch Intern Med 153:642- 8. 42. Brouqui, P., P. Parola, P. E. Fournier, and D. Raoult. 2007. Spotted fever rickettsioses in southern and eastern Europe. FEMS Immunol Med Microbiol 49:2-12. 43. Buckley, A., A. Dawson, S. R. Moss, S. A. Hinsley, P. E. Bellamy, and E. A. Gould. 2003. Serological evidence of West Nile virus, Usutu virus and Sindbis virus infection of birds in the UK. Journal of General Virology 84:2807-2817. 44. Busch, U., C. Hizo-Teufel, R. Bohmer, V. Fingerle, D. Rossler, B. Wilske, and V. Preac-Mursic. 1996. Borrelia burgdorferi sensu lato strains isolated from cutaneous Lyme borreliosis biopsies differentiated by pulsed-field gel electrophoresis. Scand J Infect Dis 28:583-9.
75
45. Cafarchia, C., A. Camarda, D. Romito, M. Campolo, N. C. Quaglia, D. Tullio, and D. Otranto. 2006. Occurrence of yeasts in cloacae of migratory birds. Mycopathologia 161:229-34. 46. Caffrey, C., S. C. R. Smith, and T. J. Weston. 2005. West Nile virus devastates an American crow population. Condor 107:128-132. 47. Campbell, G. L., A. A. Marfin, R. S. Lanciotti, and D. J. Gubler. 2002. West Nile virus. Lancet Infect Dis 2:519-29. 48. Cizek, A., M. Dolejska, R. Karpiskova, D. Dedicova, and I. Literak. 2007. Wild black- headed gulls (Larus ridibundus) as an environmental reservoir of Salmonella strains resistant to antimicrobial drugs. European Journal of Wildlife Research 53:55-60. 49. Cosgrove, C. L., M. J. Wood, K. P. Day, and B. C. Sheldon. 2008. Seasonal variation in Plasmodium prevalence in a population of blue tits Cyanistes caeruleus. Journal of Animal Ecology 77:540-548. 50. Crowther, R. W., and A. J. Spicer. 1976. Abortion in sheep and goats in Cyprus caused by Coxiella burneti. Vet Rec 99:29-30. 51. Daniels, T. J., G. R. Battaly, D. Liveris, R. C. Falco, and I. Schwartz. 2002. Avian reservoirs of the agent of human granulocytic ehrlichiosis? Emerging Infectious Diseases 8:1524-1525. 52. Davis, R. B., L. H. Bozeman, D. Gaudry, O. J. Fletcher, P. D. Lukert, and M. J. Dykstra. 1981. A Viral Disease of Fledgling Budgerigars. Avian Diseases 25:179-183. 53. Demaerschalck, I., A. Ben Messaoud, M. De Kesel, B. Hoyois, Y. Lobet, P. Hoet, G. Bigaignon, A. Bollen, and E. Godfroid. 1995. Simultaneous presence of different Borrelia burgdorferi genospecies in biological fluids of Lyme disease patients. J Clin Microbiol 33:602-8. 54. Deubel, V., L. Fiette, P. Gounon, M. T. Drouet, H. Khun, M. Huerre, C. Banet, M. Malkinson, and P. Despres. 2001. Variations in biological features of West Nile viruses. Ann N Y Acad Sci 951:195-206. 55. Deyde, V. M., M. L. Khristova, P. E. Rollin, T. G. Ksiazek, and S. T. Nichol. 2006. Crimean-Congo hemorrhagic fever virus genomics and global diversity. Journal of Virology 80:8834-8842. 56. Dipineto, L., A. Santaniello, M. Fontanella, K. Lagos, A. Fioretti, and L. F. Menna. 2006. Presence of Shiga toxin-producing Escherichia coli O157:H7 in living layer hens. Lett Appl Microbiol 43:293-5. 57. Diza, E., A. Papa, E. Vezyri, S. Tsounis, I. Milonas, and A. Antoniadis. 2004. Borrelia valaisiana in cerebrospinal fluid. Emerg Infect Dis 10:1692-3. 58. Dolejska, M., A. Cizek, and I. Literak. 2007. High prevalence of antimicrobial-resistant genes and integrons in Escherichia coli isolates from Black-headed Gulls in the Czech Republic. J Appl Microbiol 103:11-9. 59. Dolejska, M., D. Senk, A. Cizek, J. Rybarikova, O. Sychra, and I. Literak. 2008. Antimicrobial resistant Escherichia coli isolates in cattle and house sparrows on two Czech dairy farms. Res Vet Sci. 60. Domingo-Carrasco, C., and J. Gascon-Bustrenga. 2005. Dengue and other hemorrhagic viral fevers. Enfermedades Infecciosas Y Microbiologia Clinica 23:615-626. 61. Dubensky, T. W., and L. P. Villarreal. 1984. The primary site of replication alters the eventual site of persistent infection by polyomavirus in mice. J Virol 50:541-6. 62. Dubey, J. P. 2002. A review of toxoplasmosis in wild birds. Veterinary Parasitology 106:121-153. 63. Dupont, H. L., R. B. Hornick, H. S. Levin, M. I. Rapoport, and T. E. Woodward. 1971. Q fever hepatitis. Ann Intern Med 74:198-206. 64. Dupuis, A. P., 2nd, P. P. Marra, and L. D. Kramer. 2003. Serologic evidence of West Nile virus transmission, Jamaica, West Indies. Emerg Infect Dis 9:860-3. 65. Dupuis, A. P., 2nd, P. P. Marra, R. Reitsma, M. J. Jones, K. L. Louie, and L. D. Kramer. 2005. Serologic evidence for West Nile virus transmission in Puerto Rico and Cuba. Am J Trop Med Hyg 73:474-6. 66. Dykstra, M. J., C. C. Dykstra, P. D. Lukert, and L. H. Bozeman. 1984. Investigations of Budgerigar Fledgling Disease Virus. American Journal of Veterinary Research 45:1883- 1887. 67. Estrada-Pena, A. 1999. Geostatistics as predictive tools to estimate Ixodes ricinus (Acari : Ixodidae) habitat suitability in the western palearctic from AVHRR satellite imagery. Experimental and Applied Acarology 23:337-349.
76
68. Evika, M. A., A. Erbaya, H. Bodura, E. Gulderena, A. Batug, A. Kubar, and E. Akinc. 2008. Clinical and laboratory features of Crimean-Congo hemorrhagic fever: predictors of fatality. International Journal of Infectious Diseases 12:374-379. 69. F. M. Burnet, J. E. B. 1933. A virus disease of the canary of the fowl-pox group. The Journal of Pathology and Bacteriology 37:107-122. 70. Faas, A., A. Engeler, A. Zimmermann, and L. Zoller. 2007. Outbreak of Query fever among Argentinean special police unit officers during a United Nations mission in Prizren, South Kosovo. Mil Med 172:1103-6. 71. Farmer, K. L., G. E. Hill, and S. R. Roberts. 2005. Susceptibility of wild songbirds to the house finch strain of Mycoplasma gallisepticum. J Wildl Dis 41:317-25. 72. Forshaw, D., S. L. Wylie, and D. A. Pass. 1988. Infection with a Virus Resembling Papovavirus in Gouldian Finches (Erythrura-Gouldiae). Australian Veterinary Journal 65:26-28. 73. Foster, G., J. Evans, H. I. Knight, A. W. Smith, G. J. Gunn, L. J. Allison, B. A. Synge, and T. W. Pennycott. 2006. Analysis of feces samples collected from a wild-bird garden feeding station in Scotland for the presence of verocytotoxin-producing Escherichia coli O157. Appl Environ Microbiol 72:2265-7. 74. Fournier, P. E., J. Etienne, J. R. Harle, G. Habib, and D. Raoult. 2001. Myocarditis, a rare but severe manifestation of Q fever: report of 8 cases and review of the literature. Clin Infect Dis 32:1440-7. 75. Fournier, P. E., T. J. Marrie, and D. Raoult. 1998. Diagnosis of Q fever. J Clin Microbiol 36:1823-34. 76. Frasca, S., Jr., L. Hinckley, M. H. Forsyth, T. S. Gorton, S. J. Geary, and H. J. Van Kruiningen. 1997. Mycoplasmal conjunctivitis in a European starling. J Wildl Dis 33:336-9. 77. Freed, L. A., R. L. Cann, M. L. Goff, W. A. Kuntz, and G. R. Bodner. 2005. Increase in avian malaria at upper elevation in Hawai'i. Condor 107:753-764. 78. Garcia, A., K. S. Latimer, F. D. Niagro, T. M. Norton, R. P. Campagnoli, B. G. Harmon, E. W. Howerth, and B. W. Ritchie. 1994. Diagnosis of Polyomavirus Infection in Seedcrackers (Pyrenestes Sp) and Blue Bills (Spermophaga-Haematina) Using DNA in- Situ Hybridization. Avian Pathology 23:525-537. 79. Garcia, A. P., K. S. Latimer, F. D. Niagro, B. W. Ritchie, and R. P. Campagnoli. 1994. Diagnosis of Polyomavirus-Induced Hepatic-Necrosis in Psittacine Birds Using DNA Probes. Journal of Veterinary Diagnostic Investigation 6:308-314. 80. Garmendia, A. E., H. J. Van Kruiningen, R. A. French, J. F. Anderson, T. G. Andreadis, A. Kumar, and A. B. West. 2000. Recovery and identification of West Nile virus from a hawk in winter. J Clin Microbiol 38:3110-1. 81. Gaynor, A. M., M. D. Nissen, D. M. Whiley, I. M. Mackay, S. B. Lambert, G. Wu, D. C. Brennan, G. A. Storch, T. P. Sloots, and D. Wang. 2007. Identification of a novel polyomavirus from patients with acute respiratory tract infections. PLoS Pathog 3:e64. 82. Gerlach, H., F. Enders, M. Casares, H. Muller, R. Johne, and T. Hanichen. 1998. Membranous glomerulopathy as an indicator of avian polyomavirus infection in psittaciformes. Journal of Avian Medicine and Surgery 12:248-254. 83. Ghildyal, N., W. M. Schnitzlein, and D. N. Tripathy. 1989. Genetic and Antigenic Differences between Fowlpox and Quailpox Viruses. Archives of Virology 106:85-92. 84. Giddens, W. E., L. J. Swango, Henderso.Jd, A. Carlos, R. A. Lewis, D. S. Farner, and W. C. Dolowy. 1971. Canary Pox in Sparrows and Canaries (Fringillidae) and in Weavers (Ploceidae) - Pathology and Host Specificity of Virus. Veterinary Pathology 8:260-&. 85. Giladi, M., E. Metzkor-Cotter, D. A. Martin, Y. Siegman-Igra, A. D. Korczyn, R. Rosso, S. A. Berger, G. L. Campbell, and R. S. Lanciotti. 2001. West Nile encephalitis in Israel, 1999: the New York connection. Emerg Infect Dis 7:659-61. 86. Glass, G. E., B. S. Schwartz, J. M. Morgan, D. T. Johnson, P. M. Noy, and E. Israel. 1995. Environmental Risk-Factors for Lyme-Disease Identified with Geographic Information-Systems. American Journal of Public Health 85:944-948. 87. Goldwater, P. N. 2007. Treatment and prevention of enterohemorrhagic Escherichia coli infection and hemolytic uremic syndrome. Expert Review of Anti-Infective Therapy 5:653- 663. 88. Gray, J. S. 1987. Mating and Behavioral Diapause in Ixodes-Ricinus L. Experimental & Applied Acarology 3:61-71. 89. Grim, K. C., E. Van der Merwe, M. Sullivan, N. Parsons, T. F. McCutchan, and M. Cranfield. 2003. Plasmodium juxtanucleare associated with mortality in black-footed
77
penguins (Spheniscus demersus) admitted to a rehabilitation center. Journal of Zoo and Wildlife Medicine 34:250-255. 90. Guard-Petter, J. 2001. The chicken, the egg and Salmonella enteritidis. Environmental Microbiology 3:421-430. 91. Gustafson, C. R., G. L. Cooper, B. R. Charlton, and A. A. Bickford. 1998. Pasteurella multocida infection involving cranial air spaces in white leghorn chickens. Avian Diseases 42:413-417. 92. Gylfe, A., S. Bergstrom, J. Lundstrom, and B. Olsen. 2000. Reactivation of Borrelia infection in birds. Nature 403:724-5. 93. Hall, C. J., S. J. Richmond, E. O. Caul, N. H. Pearce, and I. A. Silver. 1982. Laboratory outbreak of Q fever acquired from sheep. Lancet 1:1004-6. 94. Hartup, B. K., A. Oberc, B. Stott-Messick, A. K. Davis, and E. C. H. Swarthout. 2008. Blood parasites of House Finches (Carpodacus mexicanus) from Georgia and New York. Journal of Wildlife Diseases 44:469-474. 95. Hartzell, J. D., R. N. Wood-Morris, L. J. Martinez, and R. F. Trotta. 2008. Q fever: epidemiology, diagnosis, and treatment. Mayo Clin Proc 83:574-9. 96. Hassan, H. K., E. W. Cupp, G. E. Hill, C. R. Katholi, K. Klingler, and T. R. Unnasch. 2003. Avian host preference by vectors of eastern equine encephalomyelitis virus. Am J Trop Med Hyg 69:641-7. 97. Hatano, Y., M. Yoshida, F. Uno, S. Yoshida, N. Osafune, K. Ono, M. Yamada, and S. Nii. 2001. Budding of fowlpox and pigeonpox viruses at the surface of infected cells. Journal of Electron Microscopy 50:113-124. 98. Hatchette, T. F., and T. J. Marrie. 2001. Atypical manifestations of chronic Q fever. Clin Infect Dis 33:1347-51. 99. Hejlicek, K., and F. Treml. 1993. The Occurrence of Mycobacteriosis in Free-Living Birds at Different Epizootological Situation of Poultry Tuberculosis. Veterinarni Medicina 38:305- 317. 100. Hejlicek, K., F. Treml, and L. Cerny. 1994. Epizootology and Pathogenesis of Avian Mycobacteriosis in the Rook (Corvus-Frugilegus). Veterinarni Medicina 39:337-344. 101. Hellgren, O. 2005. The occurrence of haemosporidian parasites in the Fennoscandian bluethroat (Luscinia svecica) population. Journal of Ornithology 146:55-60. 102. Hellgren, O., S. Bensch, and B. Malmqvist. 2008. Bird hosts, blood parasites and their vectors - associations uncovered by molecular analyses of blackfly blood meals. Molecular Ecology 17:1605-1613. 103. Hille, S. M., J. P. Nash, and O. Krone. 2007. Hematozoa in endemic subspecies of Common Kestrel in the Cape Verde Islands. Journal of Wildlife Diseases 43:752-757. 104. Hilleman, M. R. 1998. Discovery of simian virus 40 (SV40) and its relationship to poliomyelitis virus vaccines. Dev Biol Stand 94:183-90. 105. Hirsch, H. H., D. C. Brennan, C. B. Drachenberg, F. Ginevri, J. Gordon, A. P. Limaye, M. J. Mihatsch, V. Nickeleit, E. Ramos, P. Randhawa, R. Shapiro, J. Steiger, M. Suthanthiran, and J. Trofe. 2005. Polyomavirus-associated nephropathy in renal transplantation: interdisciplinary analyses and recommendations. Transplantation 79:1277- 86. 106. Holloway, H. C., A. E. Norwood, C. S. Fullerton, C. C. Engel, Jr., and R. J. Ursano. 1997. The threat of biological weapons. Prophylaxis and mitigation of psychological and social consequences. Jama 278:425-7. 107. Hoogstraal, H. 1979. Epidemiology of Tick-Borne Crimean-Congo Hemorrhagic-Fever in Asia, Europe, and Africa. Journal of Medical Entomology 15:307-417. 108. Hornitzky, M. A., K. Mercieca, K. A. Bettelheim, and S. P. Djordjevic. 2005. Bovine feces from animals with gastrointestinal infections are a source of serologically diverse atypical enteropathogenic Escherichia coli and Shiga toxin-producing E. coli strains that commonly possess intimin. Appl Environ Microbiol 71:3405-12. 109. Hotopp, J. C. D., M. Q. Lin, R. Madupu, J. Crabtree, S. V. Angiuoli, J. Eisen, R. Seshadri, Q. H. Ren, M. Wu, T. R. Utterback, S. Smith, M. Lewis, H. Khouri, C. B. Zhang, H. Niu, Q. Lin, N. Ohashi, N. Zhi, W. Nelson, L. M. Brinkac, R. J. Dodson, M. J. Rosovitz, J. Sundaram, S. C. Daugherty, T. Davidsen, A. S. Durkin, M. Gwinn, D. H. Haft, J. D. Selengut, S. A. Sullivan, N. Zafar, L. W. Zhou, F. Benahmed, H. Forberger, R. Halpin, S. Mulligan, J. Robinson, O. White, Y. Rikihisa, and H. Tettelin. 2006. Comparative Genomics of emerging human ehrlichiosis agents. Plos Genetics 2:208-223.
78
110. Hubalek, Z. 2000. European experience with the West Nile virus ecology and epidemiology: could it be relevant for the New World? Viral Immunol 13:415-26. 111. Hubalek, Z., and J. Halouzka. 1999. West Nile fever--a reemerging mosquito-borne viral disease in Europe. Emerg Infect Dis 5:643-50. 112. Hurlbut, H. S., F. Rizk, R. M. Taylor, and T. H. Work. 1956. A study of the ecology of West Nile virus in Egypt. Am J Trop Med Hyg 5:579-620. 113. Chowers, M. Y., R. Lang, F. Nassar, D. Ben-David, M. Giladi, E. Rubinshtein, A. Itzhaki, J. Mishal, Y. Siegman-Igra, R. Kitzes, N. Pick, Z. Landau, D. Wolf, H. Bin, E. Mendelson, S. D. Pitlik, and M. Weinberger. 2001. Clinical characteristics of the West Nile fever outbreak, Israel, 2000. Emerg Infect Dis 7:675-8. 114. Christensen, J. P., H. H. Dietz, and M. Bisgaard. 1998. Phenotypic and genotypic characters of isolates of Pasteurella multocida obtained from back-yard poultry and from two outbreaks of avian cholera in avifauna in Denmark. Avian Pathology 27:373-381. 115. Jahangir, A., C. Kolbert, W. Edwards, P. Mitchell, J. S. Dumler, and D. H. Persing. 1998. Fatal pancarditis associated with human granulocytic ehrlichiosis in a 44-year-old man. Clinical Infectious Diseases 27:1424-1427. 116. Jefferies, R., J. Down, L. McInnes, U. Ryan, H. Robertson, R. Jakob-Hoff, and P. Irwin. 2008. Molecular characterization of Babesia kiwiensis from the brown kiwi (Apteryx mantelli). Journal of Parasitology 94:557-560. 117. Johne, R., and H. Muller. 1998. Avian polyomavirus in wild birds: genome analysis of isolates from Falconiformes and Psittaciformes. Archives of Virology 143:1501-1512. 118. Johne, R., R. Raue, M. E. Krautwald-Junghanns, and H. Muller. 2003. Papillomavirus and polyomavirus infections of pet birds and wild birds: an overview. Tierarztliche Praxis Ausgabe Kleintiere Heimtiere 31:188-193. 119. Johne, R., W. Wittig, D. Fernandez-de-Luco, U. Hofle, and H. Muller. 2006. Characterization of two novel polyomaviruses of birds by using multiply primed rolling-circle amplification of their genomes. Journal of Virology 80:3523-3531. 120. Joubert, L., J. Oudar, C. Hannoun, D. Beytout, B. Corniou, J. C. Guillon, and R. Panthier. 1970. [Epidemiology of the West Nile virus: study of a focus in Camargue. IV. Meningo-encephalomyelitis of the horse]. Ann Inst Pasteur (Paris) 118:239-47. 121. Kaleta, E. F., and E. M. A. Taday. 2003. Avian host range of Chlamydophila spp. based on isolation, antigen detection and serology. Avian Pathology 32:435-462. 122. Kampen, H., A. Scholer, M. Metzen, R. Oehme, K. Hartelt, P. Kimmig, and W. A. Maier. 2004. Neotrombicula autumnalis (Acari, Trombiculidae) as a vector for Borrelia burgdorferi sensu lato? Experimental and Applied Acarology 33:93-102. 123. Karlsson, U., A. Bjoersdorff, R. F. Massung, and B. Christensson. 2001. Human granulocytic ehrlichiosis - A clinical case in Scandinavia. Scandinavian Journal of Infectious Diseases 33:73-74. 124. Kim, T., and D. N. Tripathy. 2006. Antigenic and genetic characterization of an avian poxvirus isolated from an endangered Hawaiian goose (Branta sandvicensis). Avian Diseases 50:15-21. 125. Klein, C., I. Kimiagar, L. Pollak, R. Gandelman-Marton, A. Itzhaki, R. Milo, and J. M. Rabey. 2002. Neurological features of West Nile virus infection during the 2000 outbreak in a regional hospital in Israel. J Neurol Sci 200:63-6. 126. Klein, M. B., C. M. Nelson, and J. L. Goodman. 1997. Antibiotic susceptibility of the newly cultivated agent of human granulocytic ehrlichiosis: Promising activity of quinolones and rifamycins. Antimicrobial Agents and Chemotherapy 41:76-79. 127. Komar, N., S. Langevin, S. Hinten, N. Nemeth, E. Edwards, D. Hettler, B. Davis, R. Bowen, and M. Bunning. 2003. Experimental infection of North American birds with the New York 1999 strain of West Nile virus. Emerg Infect Dis 9:311-22. 128. Komar, O., M. B. Robbins, K. Klenk, B. J. Blitvich, N. L. Marlenee, K. L. Burkhalter, D. J. Gubler, G. Gonzalvez, C. J. Pena, A. T. Peterson, and N. Komar. 2003. West Nile virus transmission in resident birds, Dominican Republic. Emerg Infect Dis 9:1299-302. 129. Krautwald, M. E., H. Muller, and E. F. Kaleta. 1989. Polyomavirus Infection in Budgerigars (Melopsittacus-Undulatus) - Clinical and Etiological Studies. Journal of Veterinary Medicine Series B-Zentralblatt Fur Veterinarmedizin Reihe B-Infectious Diseases and Veterinary Public Health 36:459-467. 130. Kravetz, J. D., and D. G. Federman. 2005. Toxoplasmosis in pregnancy. American Journal of Medicine 118:212-216.
79
131. Krone, O., J. Waldenstrom, G. Valkiunas, O. Lessow, K. Muller, T. A. Iezhova, J. Fickel, and S. Bensch. 2008. Haemosporidian blood parasites in European birds of prey and owls. Journal of Parasitology 94:709-715. 132. Lacroux, C., O. Andreoletti, B. Payre, J. L. Pingret, A. Dissais, and J. L. Guerin. 2004. Pathology of spontaneous and experimental infections by Goose haemorrhagic polyomavirus. Avian Pathology 33:351-358. 133. Lafferty, S. L., A. M. Fudge, R. E. Schmidt, V. G. Wilson, and D. N. Phalen. 1999. Avian polyomavirus infection and disease in a green aracaris (Pteroglossus viridis). Avian Diseases 43:577-585. 134. Langley, J. M., T. J. Marrie, A. Covert, D. M. Waag, and J. C. Williams. 1988. Poker players' pneumonia. An urban outbreak of Q fever following exposure to a parturient cat. N Engl J Med 319:354-6. 135. Lapointe, D. A. 2008. Dispersal of Culex quinquefasciatus (Diptera : Culicidae) in a Hawaiian rain forest. Journal of Medical Entomology 45:600-609. 136. LaPointe, D. A., M. L. Goff, and C. T. Atkinson. 2005. Comparative susceptibility of introduced forest dwelling mosquitoes in Hawai'i to avian malaria, Plasmodium relictum. Journal of Parasitology 91:843-849. 137. Latimer, K. S., P. M. Rakich, W. L. Steffens, I. M. Kircher, B. W. Ritchie, F. D. Niagro, and P. D. Lukert. 1991. A Novel DNA Virus Associated with Feather Inclusions in Psittacine Beak and Feather Disease. Veterinary Pathology 28:300-304. 138. Le Guenno, B., A. Bougermouh, T. Azzam, and R. Bouakaz. 1996. West Nile: a deadly virus? Lancet 348:1315. 139. Lehmann, T., P. L. Marcet, D. H. Graham, E. R. Dahl, and J. P. Dubey. 2006. Globalization and the population structure of Toxoplasma gondii. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America 103:11423-11428. 140. Leis, A. A., D. S. Stokic, J. L. Polk, V. Dostrow, and M. Winkelmann. 2002. A poliomyelitis-like syndrome from West Nile virus infection. N Engl J Med 347:1279-80. 141. Lelli, R., G. Savini, L. Teodori, G. Filipponi, A. Di Gennaro, A. Leone, L. Di Gialleonardo, L. Venturi, and V. Caporale. 2008. Serological evidence of USUTU virus occurrence in north-eastern Italy. Zoonoses and Public Health 55:361-367. 142. Lennox, A. M. 2007. Mycobacteriosis in companion psittacine birds: A review. Journal of Avian Medicine and Surgery 21:181-187. 143. Linke, S., M. Niedrig, A. Kaiser, H. Ellerbrok, K. Muller, T. Muller, F. J. Conraths, R. U. Muhle, D. Schmidt, U. Koppen, F. Bairlein, P. Berthold, and G. Pauli. 2007. Scrologic evidence of West Nile virus infections in wild birds captured in Germany. American Journal of Tropical Medicine and Hygiene 77:358-364. 144. Literak, I., K. Hejlicek, J. Nezval, and C. Folk. 1992. Incidence of Toxoplasma-Gondii in Populations of Wild Birds in the Czech Republic. Avian Pathology 21:659-665. 145. Literak, I., J. Pinowski, M. Anger, Z. Juricova, H. Kyu-Hwang, and J. Romanowski. 1997. Toxoplasma gondii antibodies in house sparrows (Passer domesticus) and tree sparrows (P-montanus). Avian Pathology 26:823-827. 146. Literak, I., R. Vanko, M. Dolejska, A. Cizek, and R. Karpiskova. 2007. Antibiotic resistant Escherichia coli and Salmonella in Russian rooks (Corvus frugilegus) wintering in the Czech Republic. Lett Appl Microbiol 45:616-21. 147. Liz, J. S., L. Anderes, J. W. Sumner, R. F. Massung, L. Gern, B. Rutti, and M. Brossard. 2000. PCR detection of granulocytic Ehrlichiae in Ixodes ricinus ticks and wild small mammals in western Switzerland. Journal of Clinical Microbiology 38:1002-1007. 148. Long, S. W., X. F. Zhang, J. Z. Zhang, R. P. Ruble, P. Teel, and X. J. Yu. 2003. Evaluation of transovarial transmission and transmissibility of Ehrlichia chaffeensis (Rickettsiales : Anaplasmataceae) in Amblyomma americanum (Acari : Ixodidae). Journal of Medical Entomology 40:1000-1004. 149. Lorono-Pino, M. A., B. J. Blitvich, J. A. Farfan-Ale, F. I. Puerto, J. M. Blanco, N. L. Marlenee, E. P. Rosado-Paredes, J. E. Garcia-Rejon, D. J. Gubler, C. H. Calisher, and B. J. Beaty. 2003. Serologic evidence of West Nile virus infection in horses, Yucatan State, Mexico. Emerg Infect Dis 9:857-9. 150. Lotric-Furlan, S., M. Petrovec, T. A. Zupanc, W. L. Nicholson, J. W. Sumner, J. E. Childs, and F. Strle. 1998. Human granulocytic ehrlichiosis in Europe: Clinical and laboratory findings for four patients from Slovenia. Clinical Infectious Diseases 27:424-428. 151. Low, M., A. Berggren, K. J. Morgan, and M. R. Alley. 2005. Aspergillosis in a North Island robin (Petroica longipes). New Zealand Veterinary Journal 53:462-464.
80
152. Lu, W. S., W. X. Lu, Q. C. Zhang, F. Yu, H. F. Dou, and H. Yin. 1997. Ovine anaplasmosis in northwest China. Tropical Animal Health and Production 29:16s-18s. 153. Lukesova, D., and I. Literak. 1998. Shedding of Toxoplasma gondii oocysts by Felidae in zoos in the Czech Republic. Veterinary Parasitology 74:1-7. 154. Luttrell, M. P., D. E. Stallknecht, S. H. Kleven, D. M. Kavanaugh, J. L. Corn, and J. R. Fischer. 2001. Mycoplasma gallisepticum in house finches (Carpodacus mexicanus) and other wild birds associated with poultry production facilities. Avian Dis 45:321-9. 155. Lvov, D. K., A. M. Butenko, V. L. Gromashevsky, V. P. Larichev, S. Y. Gaidamovich, O. I. Vyshemirsky, A. N. Zhukov, V. V. Lazorenko, V. N. Salko, A. I. Kovtunov, K. M. Galimzyanov, A. E. Platonov, T. N. Morozova, N. V. Khutoretskaya, E. O. Shishkina, and T. M. Skvortsova. 2000. Isolation of two strains of West Nile virus during an outbreak in southern Russia, 1999. Emerg Infect Dis 6:373-6. 156. Malkinson, M., C. Banet, Y. Weisman, S. Pokamunski, R. King, M. T. Drouet, and V. Deubel. 2002. Introduction of West Nile virus in the Middle East by migrating white storks. Emerg Infect Dis 8:392-7. 157. Marrie, T. J. 1990. A comparison of Q fever endocarditis with native valve endocarditis. Ann N Y Acad Sci 590:61-7. 158. Marrie, T. J. 1995. Coxiella burnetii (Q fever) pneumonia. Clin Infect Dis 21 Suppl 3:S253- 64. 159. Marrie, T. J. 1990. Q fever - a review. Can Vet J 31:555-563. 160. Marrie, T. J. 1989. Q fever pneumonia. Semin Respir Infect 4:47-55. 161. Marrie, T. J., D. Langille, V. Papukna, and L. Yates. 1989. Truckin' pneumonia--an outbreak of Q fever in a truck repair plant probably due to aerosols from clothing contaminated by contact with newborn kittens. Epidemiol Infect 102:119-27. 162. Marrie, T. J., W. F. Schlech, 3rd, J. C. Williams, and L. Yates. 1986. Q fever pneumonia associated with exposure to wild rabbits. Lancet 1:427-9. 163. Marsaudon, E., M. F. Barrault, D. Testou, and M. Cahiez. 1997. Human babesiosis or pseudo malaria. Medecine Et Maladies Infectieuses 27:84-87. 164. Martinez-Carrasco, C., J. M. Ortiz, A. Bernabe, M. R. R. de Ybanez, M. Garijo, and F. D. Alonso. 2004. Serologic response of red-legged partridges (Alectoris rufa) after oral inoculation with Toxoplasma gondii oocysts. Veterinary Parasitology 121:143-149. 165. Meister, T., H. Lussy, T. Bakonyi, S. Sikutova, I. Rudolf, W. Vogl, H. Winkler, H. Frey, Z. Hubalek, N. Nowotny, and H. Weissenboeck. 2008. Serological evidence of continuing high Usutu virus (Flaviviridae) activity and establishment of herd immunity in wild birds in Austria. Veterinary Microbiology 127:237-248. 166. Mejlon, H. A., and T. G. T. Jaenson. 1997. Questing behaviour of Ixodes ricinus ticks (Acari: Ixodidae). Experimental & Applied Acarology 21:747-754. 167. Meldrum, S. C., G. S. Birkhead, D. J. White, J. L. Benach, and D. L. Morse. 1992. Human Babesiosis in New-York-State - an Epidemiologic Description of 136 Cases. Clinical Infectious Diseases 15:1019-1023. 168. Merino, S., J. Moreno, R. A. Vasquez, J. Martinez, I. Sanchez-Monsalvez, C. F. Estades, S. Ippi, P. Sabat, R. Rozzi, and S. Mcgehee. 2008. Haematozoa in forest birds from southern Chile: Latitudinal gradients in prevalence and parasite lineage richness. Austral Ecology 33:329-340. 169. Mora, A., J. E. Blanco, M. Blanco, M. P. Alonso, G. Dhabi, A. Echeita, E. A. Gonzalez, M. I. Bernandez, and J. Blanco. 2005. Antimicrobial resistance of Shiga toxin (verotoxin)- producing Escherichia coli O157 : H7 and non-O157 strains isolated from humans, cattle, sheep and food in Spain. Research in Microbiology 156:793-806. 170. Muller, H., M. Krautwald, H. Lehn, R. Nitschke, and E. F. Kaleta. 1987. Bfdv, Budgerigar Fledgling Disease Virus - an Avian Polyomavirus. Zentralblatt Fur Bakteriologie Mikrobiologie Und Hygiene Series a-Medical Microbiology Infectious Diseases Virology Parasitology 267:164-164. 171. Munoz, E., R. Molina, and D. Ferrer. 1999. Babesia shortti infection in a common kestrel (Falco tinnunculus) in Catalonia (northeastern Spain). Avian Pathology 28:207-209. 172. Murata, S., K. S. Chang, Y. Yamamoto, T. Okada, S. I. Lee, S. Konnai, M. Onuma, Y. Osa, M. Asakawa, and K. Ohashi. 2007. Detection of the virulent Marek's disease virus genome from feather tips of wild geese in Japan and the Far East region of Russia. Archives of Virology 152:1523-1526. 173. Murgue, B., S. Murri, H. Triki, V. Deubel, and H. G. Zeller. 2001. West Nile in the Mediterranean basin: 1950-2000. Ann N Y Acad Sci 951:117-26.
81
174. Murgue, B., S. Murri, S. Zientara, B. Durand, J. P. Durand, and H. Zeller. 2001. West Nile outbreak in horses in southern France, 2000: the return after 35 years. Emerg Infect Dis 7:692-6. 175. Murgue, B., H. Zeller, and V. Deubel. 2002. The ecology and epidemiology of West Nile virus in Africa, Europe and Asia. Curr Top Microbiol Immunol 267:195-221. 176. Nelson, C. B., B. S. Pomeroy, K. Schrall, W. E. Park, and R. J. Lindeman. 1952. An Outbreak of Conjunctivitis Due to Newcastle Disease Virus (Ndv) Occurring in Poultry Workers. American Journal of Public Health 42:672-678. 177. Nir, Y., A. Avivi, Y. Lasovski, J. Margalit, and R. Goldwasser. 1972. Arbovirus activity in Israel. Isr J Med Sci 8:1695-701. 178. Noris, M., and G. Remuzzi. 2005. Hemolytic uremic syndrome. J Am Soc Nephrol 16:1035-50. 179. Novotna, R., P. Alexa, J. Hamrik, A. Madanat, J. Smola, and A. Cizek. 2005. Isolation and characterization Shiga toxin-producing Escherichia coli from sheep and goats in Jordan with evidence of multiresistant serotype O157 : H7. Veterinarni Medicina 50:111- 118. 180. Ogawai, H., R. Chahota, T. Hagino, K. Ohya, T. Yamaguchi, and H. Fukushi. 2006. A survey of avian polyomavirus (APV) infection in imported and domestic bred psittacine birds in Japan. Journal of Veterinary Medical Science 68:743-745. 181. Ogden, N. H., K. Bown, B. K. Horrocks, Z. Woldehiwet, and M. Bennett. 1998. Granulocytic Ehrlichia infection in Ixodid ticks and mammals in woodlands and uplands of the UK. Medical and Veterinary Entomology 12:423-429. 182. Ogden, N. H., L. R. Lindsay, K. Hanincova, I. K. Barker, M. Bigras-Poulin, D. F. Charron, A. Heagy, C. M. Francis, C. J. O'Callaghan, I. Schwartz, and R. A. Thompson. 2008. Role of migratory birds in introduction and range expansion of Ixodes scapularis ticks and of Borrelia burgdorferi and Anaplasma phagocytophilum in Canada. Applied and Environmental Microbiology 74:1780-1790. 183. Pascual-Velasco, F., M. Carrascosa-Porras, M. A. Martinez-Bernal, and I. Jado- Garcia. 2007. [Q fever following a tick bite]. Enferm Infecc Microbiol Clin 25:360. 184. Paulman, A., and M. M. McAllister. 2005. Plasmodium gallinaceum: Clinical progression, recovery, and resistance to disease in chickens infected via mosquito bite. American Journal of Tropical Medicine and Hygiene 73:1104-1107. 185. Peiris, J. S., M. D. de Jong, and Y. Guan. 2007. Avian influenza virus (H5N1): a threat to human health. Clin Microbiol Rev 20:243-67. 186. Pethes, G., and S. Bernath. 1971. Effect of removal of the bursa of Fabricius on the pathogenesis of haemorrhagic viral enteronephritis of goslings. Acta Vet Acad Sci Hung 21:399-403. 187. Phalen, D. N., B. G. Wilson, and D. L. Graham. 1995. Production of avian polyomavirus seronegative budgerigars (Melopsittacus undulatus) from seropositive adults. Avian Diseases 39:897-899. 188. Phalen, D. N., V. G. Wilson, and D. L. Graham. 1996. Characterization of the avian polyomavirus-associated glomerulopathy of nestling parrots. Avian Diseases 40:140-149. 189. Phalen, D. N., V. G. Wilson, and D. L. Graham. 1997. Prevalence of neutralizing antibody and virus shedding in psittacine birds infected with avian polyomavirus. Journal of Avian Medicine and Surgery 11:98-104. 190. Piasecki, T. 2006. Evaluation of urban pigeon (Columba livia f. urbana) health status in relation to their threat to human's health. Medycyna Weterynaryjna 62:531-535. 191. Piesman, J., and A. Spielman. 1980. Human Babesiosis on Nantucket Island - Prevalence of Babesia-Microti in Ticks. American Journal of Tropical Medicine and Hygiene 29:742-746. 192. Pichon, B., O. Kahl, B. Hammer, and J. S. Gray. 2006. Pathogens and host DNA in Ixodes ricinus nymphal ticks from a German forest. Vector-Borne and Zoonotic Diseases 6:382-387. 193. Platonov, A. E., G. A. Shipulin, O. Y. Shipulina, E. N. Tyutyunnik, T. I. Frolochkina, R. S. Lanciotti, S. Yazyshina, O. V. Platonova, I. L. Obukhov, A. N. Zhukov, Y. Y. Vengerov, and V. I. Pokrovskii. 2001. Outbreak of West Nile virus infection, Volgograd Region, Russia, 1999. Emerg Infect Dis 7:128-32. 194. Prukner-Radovcic, E., D. Horvatek, Z. Gottstein, I. C. Grozdanic, and H. Mazija. 2005. Epidemiological investigation of Chlamydophila psittaci in pigeons and free-living birds in Croatia. Veterinary Research Communications 29:17-21.
82
195. Pusterla, N., J. B. Huder, K. Feige, and H. Lutz. 1998. Identification of a granulocytic Ehrlichia strain isolated from a horse in Switzerland and comparison with other Rickettsiae of the Ehrlichia phagocytophila genogroup. Journal of Clinical Microbiology 36:2035-2037. 196. Raoult, D., J. Etienne, P. Massip, S. Iaocono, M. A. Prince, P. Beaurain, S. Benichou, J. C. Auvergnat, P. Mathieu, and P. Bachet. 1987. Q fever endocarditis in the south of France. J Infect Dis 155:570-3. 197. Raoult, D., and T. Marrie. 1995. Q fever. Clin Infect Dis 20:489-95; quiz 496. 198. Raoult, D., and V. Roux. 1997. Rickettsioses as paradigms of new or emerging infectious diseases. Clin Microbiol Rev 10:694-719. 199. Raso, T. D., G. H. F. Seixas, N. M. R. Guedes, and A. A. Pinto. 2006. Chlamydophila psittaci in free-living Blue-fronted Amazon parrots (Amazona aestiva) and Hyacinth macaws (Anodorhynchus hyacinthinus) in the Pantanal of Mato Grosso do Sul, Brazil. Veterinary Microbiology 117:235-241. 200. Reeves, W. K., A. D. Loftis, F. Sanders, M. D. Spinks, W. Wills, A. M. Denison, and G. A. Dasch. 2006. Borrelia, Coxiella, and Rickettsia in Carios capensis (Acari: Argasidae) from a brown pelican (Pelecanus occidentalis) rookery in South Carolina, USA. Exp Appl Acarol 39:321-9. 201. Refsum, T., K. Handeland, D. L. Baggesen, G. Holstad, and G. Kapperud. 2002. Salmonellae in avian wildlife in Norway from 1969 to 2000. Applied and Environmental Microbiology 68:5595-5599. 202. Reyes, M., C. Duran, and V. Prado. 2004. Antimicrobial susceptibility of Shiga toxin producing E coli (STEC) strains isolated from human infections and food. Revista Medica De Chile 132:1211-1216. 203. Ross, C., and P. S. Morrow. 1994. Q fever: an issue in occupational health & safety? An overview of the methods of control and the effects of Coxiella burnetii on the human host. J R Soc Health 114:151-2. 204. Rossi, G., E. Taccini, and C. Tarantino. 2005. Outbreak of avian polyomavirus infection with high mortality in recently captured Crimson's seedcrackers (Pyrenestes sanguineus). Journal of Wildlife Diseases 41:236-240. 205. Rudolf, I., M. Golovchenko, S. Sikutova, N. Rudenko, L. Grubhoffer, and Z. Hubalek. 2005. Babesia microti (Piroplasmida : Babesiidae) in nymphal Ixodes ricinus (Acari : Ixodidae) in the Czech Republic. Folia Parasitologica 52:274-276. 206. Sadasiv, E. C., P. W. Chang, and G. Gulka. 1985. Morphogenesis of Canary Poxvirus and Its Entrance into Inclusion-Bodies. American Journal of Veterinary Research 46:529- 535. 207. Samour, J. H., and J. L. Naldo. 2002. Diagnosis and therapeutic management of candidiasis in falcons in Saudi Arabia. Journal of Avian Medicine and Surgery 16:129-132. 208. Sampson, B. A., C. Ambrosi, A. Charlot, K. Reiber, J. F. Veress, and V. Armbrustmacher. 2000. The pathology of human West Nile Virus infection. Hum Pathol 31:527-31. 209. Santaniello, A., A. Gargiulo, L. Borrelli, L. Dipineto, A. Cuomo, M. Sensale, M. Fontanella, M. Calabria, V. Musella, L. F. Menna, and A. Fioretti. 2007. Survey of Shiga toxin-producing Escherichia coli O157 : H7 in urban pigeons (Columba livia) in the city of Napoli, Italy. Italian Journal of Animal Science 6:313-316. 210. Santos-Silva, M. M., R. Sousa, A. S. Santos, P. Melo, V. Encarnacao, and F. Bacellar. 2006. Ticks parasitizing wild birds in Portugal: detection of Rickettsia aeschlimannii, R. helvetica and R. massiliae. Exp Appl Acarol 39:331-8. 211. Santos-Silva, M. M., R. Sousa, A. S. Santos, P. Melo, V. Encarnacao, and F. Bacellar. 2006. Ticks parasitizing wild birds in Portugal: Detection of Rickettsia aeschlimannii, R- helvetica and R-massiliae. Experimental and Applied Acarology 39:331-338. 212. Sato, Y., M. Hagihara, T. Yamaguchi, M. Yukawa, and K. Murata. 2007. Phylogenetic comparison of Leucocytozoon spp. from wild birds of Japan. Journal of Veterinary Medical Science 69:55-59. 213. Sawyer, L. A., D. B. Fishbein, and J. E. McDade. 1987. Q fever: current concepts. Rev Infect Dis 9:935-46. 214. Schettler, C. H. 1977. Investigation into Occurrence of Enteritis and Hemorrhagic Nephritis in Goose, in France. Recueil De Medecine Veterinaire 153:353-355. 215. Sienko, D. G., P. C. Bartlett, H. B. McGee, B. B. Wentworth, J. L. Herndon, and W. N. Hall. 1988. Q fever. A call to heighten our index of suspicion. Arch Intern Med 148:609-12.
83
216. Sironi, G., and D. Gallazzi. 1992. Papillomavirus Infection in Greenfinches (Carduelis- Chloris). Journal of Veterinary Medicine Series B-Zentralblatt Fur Veterinarmedizin Reihe B-Infectious Diseases and Veterinary Public Health 39:454-458. 217. Skoracki, M., J. Michalik, B. Skotarczak, A. Rymaszewska, B. Sikora, T. Hofman, B. Wodecka, and M. Sawczuk. 2006. First detection of Anaplasma phagocytophilum in quill mites (Acari : Syringophilidae) parasitizing passerine birds. Microbes and Infection 8:303- 307. 218. Skotarczak, B., A. Rymaszewska, B. Wodecka, M. Sawczuk, M. Adamska, and A. Maciejewska. 2006. PCR detection of granulocytic Anaplasma and Babesia in Ixodes ricinus ticks and birds in west-central Poland. Annals of Agricultural and Environmental Medicine 13:21-23. 219. Smithburn, K. C., A. J. Haddow, and A. F. Mahaffy. 1946. A Neurotropic Virus Isolated from Aedes Mosquitoes Caught in the Semliki Forest. American Journal of Tropical Medicine 26:189-208. 220. Smithburn, K. C., R. M. Taylor, F. Rizk, and A. Kader. 1954. Immunity to certain arthropod-borne viruses among indigenous residents of Egypt. Am J Trop Med Hyg 3:9-18. 221. Sobradillo, V., P. Ansola, F. Baranda, and C. Corral. 1989. Q fever pneumonia: a review of 164 community-acquired cases in the Basque country. Eur Respir J 2:263-6. 222. Spicer, A. J. 1978. Military significance of Q fever: a review. J R Soc Med 71:762-7. 223. Spitalska, E., I. Literak, O. A. Sparagano, M. Golovchenko, and E. Kocianova. 2006. Ticks (Ixodidae) from passerine birds in the Carpathian region. Wien Klin Wochenschr 118:759-64. 224. Steele, K. E., M. J. Linn, R. J. Schoepp, N. Komar, T. W. Geisbert, R. M. Manduca, P. P. Calle, B. L. Raphael, T. L. Clippinger, T. Larsen, J. Smith, R. S. Lanciotti, N. A. Panella, and T. S. McNamara. 2000. Pathology of fatal West Nile virus infections in native and exotic birds during the 1999 outbreak in New York City, New York. Vet Pathol 37:208- 24. 225. Steere, A. C. 2001. Medical progress: Lyme disease. New England Journal of Medicine 345:115-125. 226. Stein, A., and D. Raoult. 1999. Pigeon pneumonia in provence: a bird-borne Q fever outbreak. Clin Infect Dis 29:617-20. 227. Stewart, M. E., R. Perry, and S. R. Raidal. 2006. Identification of a novel circovirus in Australian ravens (Corvus coronoides) with feather disease. Avian Pathol 35:86-92. 228. Stipkovits, L., and I. Kempf. 1996. Mycoplasmoses in poultry. Rev Sci Tech 15:1495- 525. 229. Stoll, R., D. Luo, B. Kouwenhoven, G. Hobom, and H. Muller. 1993. Molecular and Biological Characteristics of Avian Polyomaviruses - Isolates from Different Species of Birds Indicate That Avian Polyomaviruses Form a Distinct Subgenus within the Polyomavirus Genus. Journal of General Virology 74:229-237. 230. Stroud, R. K., C. O. Thoen, and R. M. Duncan. 1986. Avian Tuberculosis and Salmonellosis in a Whooping-Crane (Grus-Americana). Journal of Wildlife Diseases 22:106-110. 231. Stuen, S., E. O. Engvall, and K. Artursson. 1998. Persistence of Ehrlichia phagocytophila infection in lambs in relation to clinical parameters and antibody responses. Veterinary Record 143:553-555. 232. Talleklint, L., T. G. T. Jaenson, and T. N. Mather. 1993. Seasonal-Variation in the Capacity of the Bank Vole to Infect Larval Ticks (Acari, Ixodidae) with the Lyme-Disease Spirochete, Borrelia-Burgdorferi. Journal of Medical Entomology 30:812-815. 233. Tarello, W. 2008. Prevalence and clinical signs of avipoxvirus infection in falcons from the Middle East. Veterinary Dermatology 19:101-104. 234. Tesh, R. B., A. P. Travassos da Rosa, H. Guzman, T. P. Araujo, and S. Y. Xiao. 2002. Immunization with heterologous flaviviruses protective against fatal West Nile encephalitis. Emerg Infect Dis 8:245-51. 235. To, H., R. Sakai, K. Shirota, C. Kano, S. Abe, T. Sugimoto, K. Takehara, C. Morita, I. Takashima, T. Maruyama, T. Yamaguchi, H. Fukushi, and K. Hirai. 1998. Coxiellosis in domestic and wild birds from Japan. J Wildl Dis 34:310-6. 236. Tokarzewski, S., G. Ziolkowska, W. Lopuszynski, and Z. Nozdryn-Plotnicki. 2007. Aspergillus fumigatus infection in a pigeon flock. Bulletin of the Veterinary Institute in Pulawy 51:563-567.
84
237. Tomasek, O., O. Kubicek, and V. Tukac. 2007. Unusual fatal avian polyomavirus infection in nestling cockatiels (Nymphicus hollandicus) detected by nested polymerase chain reaction. Veterinarni Medicina 52:193-201. 238. Tozzi, A. E., A. Niccolini, A. Caprioli, I. Luzzi, G. Montini, G. Zacchello, A. Gianviti, F. Principato, and G. Rizzoni. 1994. A community outbreak of haemolytic-uraemic syndrome in children occurring in a large area of northern Italy over a period of several months. Epidemiol Infect 113:209-19. 239. Tsai, S. S., W. S. Yeh, Y. G. Chi, and C. Itakura. 1994. Force-Feeding and Candidiasis in Pigeons. Avian Pathology 23:569-574. 240. Tsai, T. F., F. Popovici, C. Cernescu, G. L. Campbell, and N. I. Nedelcu. 1998. West Nile encephalitis epidemic in southeastern Romania. Lancet 352:767-71. 241. Tsiodras, S., T. Kelesidis, I. Kelesidis, U. Bauchinger, and M. E. Falagas. 2008. Human infections associated with wild birds. Journal of Infection 56:83-98. 242. Tulman, E. R., C. L. Afonso, Z. Lu, L. Zsak, G. F. Kutish, and D. L. Rock. 2004. The genome of canarypox virus. Journal of Virology 78:353-366. 243. Turek, P. 2005. Doporučení k vyřazování dárců exponovaných viru zapadonilské horečky (WNV). 244. Turell, M. J., M. Bunning, G. V. Ludwig, B. Ortman, J. Chang, T. Speaker, A. Spielman, R. McLean, N. Komar, R. Gates, T. McNamara, T. Creekmore, L. Farley, and C. J. Mitchell. 2003. DNA vaccine for West Nile virus infection in fish crows (Corvus ossifragus). Emerg Infect Dis 9:1077-81. 245. Tuttle, A. D., T. G. Andreadis, S. Frasca, Jr., and J. L. Dunn. 2005. Eastern equine encephalitis in a flock of African penguins maintained at an aquarium. J Am Vet Med Assoc 226:2059-62, 2003. 246. Valkiunas, G., T. A. Iezhova, C. V. Bolshakov, and V. Kosarev. 2006. Blood parasites of the house sparrow Passer domesticus from northwestern Russia, with remarks on trends of global geographical distribution in this bird. Journal of Natural History 40:1709-1718. 247. van der Meulen, K. M., M. B. Pensaert, and H. J. Nauwynck. 2005. West Nile virus in the vertebrate world. Archives of Virology 150:637-657. 248. Villarreal, L. P., V. R. Defilippis, and K. A. Gottlieb. 2000. Acute and persistent viral life strategies and their relationship to emerging diseases. Virology 272:1-6. 249. Vuillaume, A., J. Tournut, and H. Banon. 1982. About Gosling Slow Coming Disease or Goose Hemorrhagic-Enteritis (Nheo). Revue De Medecine Veterinaire 133:341-346. 250. Wade, L. L., E. W. Polack, P. H. O'Connell, G. S. Starrak, N. Abou-Madi, and K. A. Schat. 1999. Multicentric lymphoma in a European starling (Sturnus vulgaris). Journal of Avian Medicine and Surgery 13:108-115. 251. Waldenstrom, J., T. Broman, I. Carlsson, D. Hasselquist, R. P. Achterberg, J. A. Wagenaar, and B. Olsen. 2002. Prevalence of Campylobacter jejuni, Campylobacter lari, and Campylobacter coli in different ecological guilds and taxa of migrating birds. Applied and Environmental Microbiology 68:5911-5917. 252. Waldenstrom, J., A. Lundkvist, K. I. Falk, U. Garpmo, S. Bergstrom, G. Lindegren, A. Sjostedt, H. Mejlon, T. Fransson, P. D. Haemig, and B. Olsen. 2007. Migrating birds and tickborne encephalitis virus. Emerg Infect Dis 13:1215-8. 253. Walker, D. H. 1996. Human ehrlichiosis: More trouble from ticks. Hospital Practice 31:47- &. 254. Walker, D. H. 2007. Rickettsiae and rickettsial infections: the current state of knowledge. Clin Infect Dis 45 Suppl 1:S39-44. 255. Wallace, B. J., G. Brady, D. M. Ackman, S. J. Wong, G. Jacquette, E. E. Lloyd, and G. S. Birkhead. 1998. Human granulocytic ehrlichiosis in New York. Archives of Internal Medicine 158:769-773. 256. Wallace, J. S., T. Cheasty, and K. Jones. 1997. Isolation of vero cytotoxin-producing Escherichia coli O157 from wild birds. J Appl Microbiol 82:399-404. 257. Weinberger, M., S. D. Pitlik, D. Gandacu, R. Lang, F. Nassar, D. Ben David, E. Rubinstein, A. Izthaki, J. Mishal, R. Kitzes, Y. Siegman-Igra, M. Giladi, N. Pick, E. Mendelson, H. Bin, and T. Shohat. 2001. West Nile fever outbreak, Israel, 2000: epidemiologic aspects. Emerg Infect Dis 7:686-91. 258. Wetzel, A. N., and J. T. Lejeune. 2007. Isolation of Escherichia coli O157:H7 strains that do not produce Shiga toxin from bovine, avian and environmental sources. Lett Appl Microbiol 45:504-7.
85
259. Whittington, R. J., and E. S. G. Sergeant. 2001. Progress towards understanding the spread, detection and control of Mycobacterium avium subsp paratuberculosis in animal populations. Australian Veterinary Journal 79:267-278. 260. Wiersch, S. C., T. Lubjuhn, W. A. Maier, and H. Kampen. 2007. Haemosporidian infection in passerine birds from Lower Saxony. Journal of Ornithology 148:17-24. 261. Williams, S. M., R. M. Fulton, J. A. Render, L. Mansfield, and M. Bouldin. 2001. Ocular and encephalic toxoplasmosis in canaries. Avian Diseases 45:262-267. 262. Wittig, W., K. Hoffmann, H. Muller, and R. Johne. 2007. Detection of DNA of the finch polyomavirus in diseased birds of the order Passeriformes. Berliner Und Munchener Tierarztliche Wochenschrift 120:113-119. 263. Woo, Y. K., and J. H. Kim. 2006. Fowl cholera outbreak in domestic poultry and epidemiological properties of Pasteurella multocida isolate. Journal of Microbiology 44:344- 353. 264. Work, T. H., H. S. Hurlbut, and R. M. Taylor. 1955. Indigenous wild birds of the Nile Delta as potential West Nile virus circulating reservoirs. Am J Trop Med Hyg 4:872-88. 265. Work, T. M., J. G. Massey, D. S. Lindsay, and J. P. Dubey. 2002. Toxoplasmosis in three species of native and introduced Hawaiian birds. Journal of Parasitology 88:1040- 1042. 266. Zakovska, A. 2000. Monitoring the presence of borreliae in Ixodes ricinus ticks in Brno park Pisarky, Czech Republic. Biologia 55:661-666. 267. Zeller, H. G., J. P. Cornet, and J. L. Camicas. 1994. Crimean-Congo haemorrhagic fever virus infection in birds: field investigations in Senegal. Res Virol 145:105-9. 268. Zeman, P., and J. Januska. 1999. Epizootiologic background of dissimilar distribution of human cases of Lyme borreliosis and tick-borne encephalitis in a joint endemic area. Comparative Immunology Microbiology and Infectious Diseases 22:247-260.
86