UNIVERSIDAD NACIONAL DE SAN AGUSTÍN DE AREQUIPA FACULTAD DE AGRONOMÍA ESCUELA PROFESIONAL DE AGRONOMÍA
ESPECIES DE LEPIDOPTERA: NOCTUIDAE DE LA CAMPIÑA DE AREQUIPA-PERU
TESIS PRESENTADA POR EL BACHILLER: JULIO MIGUEL ZAPATA CUELA
PARA OPTAR EL TÍTULO PROFESIONAL DE INGENIERO AGRÓNOMO
AREQUIPA - PERÚ 2019
DEDICATORIA
A Dios quien ha sido mi guía y fortaleza, por haberme permitido llegar hasta este punto y
cuidar de mí para lograr mis objetivos, además de su infinita bondad y amor.
A mi madre Yaneth.V.C.V. Por haberme apoyado en todo momento, por sus consejos, sus valores, por la motivación constante que me ha permitido ser una persona de bien, más que
nada por su amor, paciencia y esfuerzo. No hay amor como el que yo siento por ti Mamá,
aunque a veces no te lo demuestre, aunque a veces no te lo diga. Te quiero mucho Mamá,
te quiero todo lo que puedo quererte y mucho más.
A mi padre Benigno.Z.M. Quien siempre se ha esforzado para hacerme la persona que soy
y de quien heredé la constancia para lograr mis ideales. Padre te admiro, te valoro y te
respeto, eres el hombre más importante de mi vida. Gracias Padre por apoyarme cuando
no podía seguir, por levantarme cuando caía, por darme las fuerzas para triunfar en la
vida. Te quiero mucho.
A mi princesa Lucero. L.Z.C. Eres lo más preciado que tengo en mi vida y te amo como a
nadie en este mundo. Eres esa luz que siempre está encendida dentro de mí e iluminas mi
vida. Te considero el tesoro más valioso de mi vida, porque tú eres la gran razón de mi
existir.
A mis Familiares y Amigos quienes de una u otra forma han contribuido y participado
para alcanzar la meta trazada, ya que con su ayuda esto se hizo más fácil gracias a todos, por apoyarme cuando más las necesito, por extender su mano en momentos difíciles
y por el amor brindado cada día, de verdad mil gracias, siempre los llevo en mi corazón.
iii
AGRADECIMIENTO
A mi asesora amiga y maestra, por los invaluables consejos, por el tiempo brindado, Ing.
Rosmery Bedregal Durand, que fue la persona que me ayudó en todo momento y guió constantemente en todos los aspectos, agradezco la plena confianza demostrada, así como
la dedicación y la atención a mis consultas realizadas, mi agradecimiento infinito por su
amor al conocimiento.
Así mismo mi agradecimiento muy especial al Ing. Luis Cuadros, por su apoyo en la
revisión del trabajo y a la vez a los docentes de la Facultad de Agronomía de la
Universidad nacional de San Agustín de Arequipa, Ing. Jose Flores, Ing. Howard Pinto, Ing.
Juan Tamo, Ing. Rene Quispe, Ing. Alberto Anculle, Ing. Giovanna, Rodrigo y Ing. Gloria
Casa, por sus apoyo moral y amistad sincera, quienes también demostraron ser a mi lado
mis consejeros y grandes ejemplo a seguir.
Al Blgo. Javier Huanca, por el apoyo de la información brindad, la cual fue vital para mi
avance de la manera más correcta.
Gracias a todos mis Compañeros y Amigos que hice a lo largo de mi vida universitaria,
gracias a todos por su linda amistad y su apoyo incondicional.
A mi alma mater la Universidad nacional de San Agustín de Arequipa, A la facultad de
Agronomía, a sus autoridades, sus docentes y personal administrativo, quienes con sus
conocimientos han guiado mi formación académica y profesional.
A los Agricultores de cada campo visitado, por la confianza depositada en mi persona.
También a todas aquellas personas que de una u otra forma contribuyeron a la
elaboración de este trabajo de investigación.
¡MUCHAS GRACIAS!
iv
RESUMEN
El presente trabajo pone al día el conocimiento de los Lepidópteros Noctuidos de la Campiña de Arequipa, como resultados de una ingente labor efectuada en la temporada de invierno y primavera, correspondiente alos meses de julio - diciembre del 2018.
Durante el desarrollo del trabajo experimental se realizo la captura de adultos de noctuidos por medio del uso de trampas de luz y capturas con la malla entomológica, permitiendo conocer la posterior identificación del adulto capturado, por medio de métodos de identificación de un lepidóptero propuesto por Lamas (2001).
Se llegando a capturar un total de 1025 especímenes. Teniendo como resultado la identificación de 14 especíes y 22 a nivel de familia. La especie más abundante según los resultados, fue Agrotis ipsilon, dando como resultado un total de 71 especímenes capturados.
La especie menos abundante debido a la poca presencia de especímenes estudiados, fue
Noctuidae sp 20 con tan solo 6 especímenes capturados en seis meses. La zona de mayor abuncancia de especímenes es el distrito de Characato con 212 y las zonas de menor abuncancia de especímenes es el distrito de José Luis Bustamante y Rivero con 0 especímenes.
Se presenta un listado de las especies identificadas y posteriormente se realiza la descripción de las especies identificadas.
Palabras claves: Lepidoptera, Noctuidae, Identificación, Morfología y Genitalia.
v
ABSTRACT
The present work updates the knowledge of the Noctid Lepidoptera of the Arequipa
Countryside, as a result of an enormous work carried out in the winter and spring season, corresponding to the months of July - December 2018.
During the development of the experimental work the capture of adults of noctuids was carried out through the use of light traps and captures with the entomological mesh, allowing to know the subsequent identification of the captured adult, by means of identification methods of a lepidoptera proposed by Lamas (2001).
A total of 1025 specimens were captured. Having as a result the identification of 14 specimens and 22 at the family level. The most abundant species according to the results, was Agrotis ipsilon, resulting in a total of 71 specimens captured. The least abundant species due to the low presence of specimens studied, was Noctuidae sp 20 with only 6 specimens captured in six months. The area with the highest number of specimens is the Characato district with 212 and the areas with the lowest number of specimens are the district of José
Luis Bustamante and Rivero with 0 specimens.
A list of the identified species is presented and the description of the identified species is subsequently made.
Key words: Lepidoptera, Noctuidae, Identification, Morphology and Genitalia.
vi
INDICE
DEDICATORIA ...... iii AGRADECIMIENTO ...... iv RESUMEN ...... v ABSTRACT ...... vi INDICE ...... vii INDICE DE TABLAS ...... xviii CAPÍTULO I ...... 1 INTRODUCCIÓN ...... 1 1.1. OBJETIVOS ...... 2 1.1.2. Objetivo general ...... 2 12.2. Objetivos específicos ...... 2 CAPÍTULO II ...... 3 REVISIÓN BIBLIOGRÁFICA...... 3 2.1. CAMPIÑA DE AREQUIPA ...... 3 2.2. ORDEN LEPIDÓPTERA ...... 4 2.3. SUPERFAMILIA NOCTUOIDEA ...... 7 2.4. FAMILIA NOCTUIDAE ...... 8 2.4.1. Morfología externa de la Familia Noctuidae...... 9 2.4.1.1. Cabeza...... 9 2.4.1.1.1. Clípeo - frente ...... 9 2.4.1.1.2. Antenas ...... 9 2.4.1.1.3. Ojos ...... 10 2.4.1.1.4. Genas ...... 10 2.4.1.1.5. Vertex ...... 10 2.4.1.1.3. Aparato bucal ...... 10 2.4.1.2. Tórax...... 11 2.4.1.2.1. Protórax ...... 11 2.4.1.2.2. Mesotórax ...... 11 2.4.1.2.3. Metatórax ...... 12 2.4.1.2.4. Ala anterior ...... 12
vii
2.4.1.2.5. Ala posterior ...... 14 2.4.1.2.6. Patas ...... 15 2.4.1.3. Abdomen...... 15 2.4.1.3.1. Genitalia Masculino ...... 16 2.4.1.3.1.1. Ornamentaciones de las valvas ...... 16 2.4.1.3.2. Genitalia femenina ...... 18 2.4.2. Ubicación Taxonómica de la Familia Noctuidae ...... 19 2.4.3. Comportamiento de adultos de la Familia Noctuidae ...... 19 2.4.3.1. Estudios de migración ...... 19 2.4.5. Subfamilias de la Familia Noctuidae...... 21 2.4.5.1. Subfamilia Noctuinae ...... 21 2.4.5.2. Subfamilia Plusiinae ...... 22 2.4.5.3. Subfamilia Heliothinae ...... 22 2.4.5.4. Subfamilia Cuculliinae ...... 23 2.5. TÉCNICAS DE RECOLECCIÓN ...... 23 2.5.1. Red Entomológica...... 24 2.5.2. Trampa de Luz ...... 25 2.6. TÉCNICAS DE MUERTE ...... 26 2.6.1. Frascos de letal ...... 26 2.7. TÉCNICAS DE PRESERVACIÓN ...... 28 2.7.1. Preservación en seco ...... 28 2.7.1.1 Triángulo de papel milano ...... 28 2.7.1.2. Técnica de relajación o ablandamiento de ejemplares secos ...... 29 2.7.3. Preservación en líquido ...... 29 2.8. TÉCNICAS DE MONTAJE ...... 30 2.8.1. Caja tipo Cornell ...... 31 2.9. PROCEDIMIENTOS PARA IDENTIFICACIÓN TAXONÓMICA DE LEPIDÓPTEROS ...... 32 2.9.1. Identificación de especies ...... 32 2.9.1.1. Técnica de preparación de órganos genitales...... 33 CAPÍTULO III ...... 34 MATERIALES Y MÉTODOS ...... 34 3.1. CARACTERIZACIÓN DEL AMBITO DE INVESTIGACIÓN ...... 34
viii
3.1.1. UBICACION ...... 34 3.1.1.1. Ubicación Política ...... 34 3.1.1.2. Ubicación Geográfica de los distritos de Arequipa Metropolitana ...... 35 3.1.2. VEGETACIÓN ...... 35 3.1.3. CLIMA ...... 36 3.2. MATERIALES ...... 36 3.2.1. Material de escritorio...... 36 3.2.2. Material de laboratorio...... 37 3.2.3. Material biológico...... 37 3.2.4. Material Químico...... 37 3.2.5. Material diverso...... 37 3.2.6. Material de captura con red entomológica ...... 38 3.2.7. Material de captura de trampa de luz ...... 38 3.3. METODOLOGÍA...... 38 3.3.1. PRIMERA ETAPA CAPTURA DE ADULTOS ...... 38 3.3.1.1. RED ENTOMOLÓGICA...... 38 3.3.1.1.1. Procedimiento en campo ...... 39 3.3.1.1.2 Procedimiento en laboratorio ...... 39 3.3.1.2. TRAMPA DE LUZ ...... 40 3.3.1.2.1. Procedimiento en campo ...... 40 Las trampas fueron colocadas sobre soportes a una altura de aproximadamente 1.80 cm del suelo para evitar que las plantas entren en contacto con la trampa. Como atrayente se utilizó un foco de luz recargable de la marca AKUSTIC AK-8545 de 15 w, el cual tiene una duración de 6 horas. El sistema de captura de los insectos está formado por superficie de impacto y un recipiente donde caen los insectos llamado canastilla...... 40 3.3.1.2.2. Procedimiento en laboratorio ...... 41 3.3.2. SEGUNDA ETAPA MÉTODO DE IDENTIFICACIÓN DE LAS ESPECIES DE NOCTUIDOS ...... 41 3.3.2.1. Identificación por caracteres morfológicos externos ...... 42 3.3.2.2. Identificación por la genitalia ...... 42 3.4. CROQUIS...... 43 CAPÍTULO IV ...... 44 RESULTADOS Y DISCUSIÓN ...... 44 4.1. CANTIDAD DE LEPIDÓPTERA NOCTUIDAE COLECTADOS EN LA CAMPIÑA DE AREQUIPA...... 44
ix
La zona con más especies registradas durante la investigación es el distrito de Characato con doscientos doce especímenes y las zonas que registraron menos especímenes son los distritos de Jacobo Huntercon catorcey José Luis Bustamante y Rivero con cero especímenes...... 44 4.1.1. CUADROS DEL TOTAL DE CAPTURA DE ADULTOS DE NOCTUIDOS, EN LAS DISTINTAS ZONAS DE LA CAMPIÑA DE AREQUIPA...... 45 4.1.1.1. Spodoptera eridania (Cramer, 1784) ...... 45 4.1.1.2. Spodoptera frugiperda (J.E. Smith, 1797) ...... 46 4.1.1.3. Agrotis ípsilon (Hufnagel, 1766)...... 47 4.1.1.4. Agrotis experta (Walker, 1869) ...... 48 4.1.1.5. Agrotis malefida Guenée, 1852 ...... 49 4.1.1.6. Agrotis sp ...... 49 4.1.1.7. Feltia subterránea (Fabricius, 1794) ...... 50 4.1.1.8. Peridroma saucia (Hübner, [1808]) ...... 51 4.1.1.9. Autoplusia gammoides Blanchard, 1852 ...... 52 4.1.1.10. Chrysodeixis includens (Walker, [1858]) ...... 52 4.1.1.11. Trichoplusia ni (Hübner, [1803]) ...... 53 4.1.1.12. Helicoverpa zea (Boddie, 1850) ...... 55 4.1.1.13. Copitarsia corruda (Pogue y Simmons 2008) ...... 56 4.1.1.14. Copitarsia decolora (Guenée, 1852) ...... 56 4.1.1.15. Noctuidae sp 1 ...... 57 4.1.1.16. Noctuidae sp 2 ...... 58 4.1.1.17. Noctuidae sp 3 ...... 58 4.1.1.18. Noctuidae sp 4 ...... 59 4.1.1.19. Noctuidae sp 5 ...... 60 4.1.1.20. Noctuidae sp 6 ...... 61 4.1.1.21. Noctuidae sp 7 ...... 61 4.1.1.22. Noctuidae sp 8 ...... 62 4.1.1.23. Noctuidae sp 9 ...... 62 4.1.1.24. Noctuidae sp 10 ...... 63 4.1.1.25. Noctuidae sp 11 ...... 63 4.1.1.26. Noctuidae sp 12 ...... 64 4.1.1.27. Noctuidae sp 13 ...... 64
x
4.1.1.28. Noctuidae sp 14 ...... 65 4.1.1.29. Noctuidae sp 15 ...... 65 4.1.1.30. Noctuidae sp 16 ...... 66 4.1.1.31. Noctuidae sp 17 ...... 66 4.1.1.32. Noctuidae sp 18 ...... 67 4.1.1.33. Noctuidae sp 19 ...... 67 4.1.1.34. Noctuidae sp 20 ...... 68 4.1.1.35. Noctuidae sp 21 ...... 68 4.1.1.36. Noctuidae sp 22 ...... 69 4.2. ESPECIES IDENTIFICADA ...... 70 4.2.1. Spodoptera eridania (Cramer, 1784) ...... 72 4.2.1.1. Nombres comunes ...... 72 4.2.1.2. Ubicación Taxonómica ...... 72 4.2.1.3. Descripción ...... 73 4.2.1.4. Clave pictórica de Spodoptera eridania (Cramer, 1784) ...... 73 4.2.1.5. Genitales de Spodoptera eridania (Cramer, 1784) ...... 73 4.2.1.6. Distribución geográfica ...... 74 4.2.2. Spodoptera frugiperda (J.E. Smith, 1797) ...... 75 4.2.2.1. Nombres comunes ...... 75 4.2.2.2. Ubicación Taxonómica ...... 75 4.2.2.3. Descripción ...... 75 4.2.2.4. Clave pictórica de Spodoptera frugiperda (J.E. Smith, 1797) ...... 76 4.2.1.5. Genitales de Spodoptera frugiperda (J.E. Smith, 1797) ...... 76 4.2.2.6. Distribución geográfica ...... 76 4.2.3. Agrotis ípsilon (Hufnagel, 1766) ...... 77 4.2.3.1. Nombres comunes ...... 77 4.2.3.2. Ubicación Taxonómica ...... 77 4.2.3.3. Descripción ...... 78 4.2.3.4. Clave pictórica de Agrotis ípsilon (Hufnagel, 1766) ...... 78 4.2.3.5. Genitales de Agrotis ípsilon (Hufnagel, 1766) ...... 79 4.2.3.6. Distribución geográfica ...... 79 4.2.4. Agrotis experta ...... 80
xi
4.2.4.1. Ubicación Taxonómica ...... 80 4.2.4.2. Descripción ...... 80 4.2.4.3. Clave pictórica de Agrotis experta (Walker, 186) ...... 81 4.2.4.4. Genitales de Agrotis experta (Walker, 1869) ...... 81 4.2.4.5. Distribución geográfica ...... 82 4.2.5. Agrotis malefida Guenée, 1852 ...... 82 4. 2.5.1. Nombres comunes...... 82 4. 2.5.2. Ubicación Taxonómica ...... 82 4. 2.5.3. Descripción ...... 83 4. 2.5.4. Clave pictórica de Agrotis malefida Guenée, 1852 ...... 83 4.2.5.5. Genitales de Agrotis malefida Guenée, 1852 ...... 84 4. 2.5.6. Distribución geográfica ...... 84 4.2.6. Agrotis sp...... 85 4.2.6.1. Nombre común ...... 85 4.2.6.2. Ubicación Taxonómica ...... 85 4.2.6.3. Descripción ...... 85 4.2.6.4. Clave pictórica de Agrotis sp ...... 86 4.2.6.5. Genitales de Agrotis sp ...... 86 4.2.6.6. Distribución geográfica ...... 87 4.2.7. Feltia subterranea ...... 87 4.2.7.1. Nombres comunes ...... 87 4.2.7.2. Ubicación Taxonómica ...... 87 4.2.7.3. Descripción ...... 88 4.2.7.4. Clave pictórica de Feltia subterranea (Fabricius, 1794) ...... 89 4.2.7.5. Genitales de Feltia subterranea (Fabricius, 1794) ...... 89 4.1.7.6. Distribución geográfica ...... 89 4.2.8. Peridroma saucia (Hübner, [1808]) ...... 90 4.2.8.1. Nombres comunes ...... 90 4.2.8.2. Ubicación Taxonómica ...... 90 4.2.8.3. Descripción ...... 91 4.2.8.4. Clave pictórica de Peridroma saucia (Hübner, [1808]) ...... 91 4.2.8.5. Genitales de Peridroma saucia (Hübner, [1808])...... 91
xii
4.2.8.6. Distribución geográfica ...... 92 4.2.9. Autoplusia gammoides Blanchard, 1852 ...... 92 4.2.9.1. Nombres comunes ...... 92 4.2.9.2. Ubicación Taxonómica ...... 93 4.2.9.3. Descripción ...... 93 4.2.9.4. Clave pictórica de Autoplusia gammoides Blanchard, 1852 ...... 94 4.2.9.5. Genitales de Autoplusia gammoides Blanchard, 1852 ...... 94 4.2.9.6. Distribución geográfica ...... 94 4.2.10. Chrysodeixis includens (Walker, [1858]) anteriormente Pseudoplusia includes Walker 1857 ...... 95 4.2.10.1. Nombre común ...... 95 4. 2.10.2. Ubicación Taxonómica ...... 95 4. 2.10.3. Descripción ...... 95 4. 2.10.4. Clave pictórica de Chrysodeixis includens (Walker, [1858]) ...... 96 4.2.10.5. Genitales de Chrysodeixis includens (Walker, [1858]) ...... 96 4. 2.10.6. Distribución geográfica ...... 97 4.2.11. Trichoplusia ni ...... 97 4.1.11.1. Nombres comunes ...... 98 4.1.11.2. Ubicación Taxonómica ...... 98 4.1.11.3. Descripción ...... 98 4.1.11.4. Clave pictórica de Trichoplusia ni (Hübner, [1803]) ...... 99 4.2.11.5. Genitales de Trichoplusia ni (Hübner, [1803]) ...... 99 4.1.11.6. Distribución geográfica ...... 100 4.2.12. Helicoverpa zea (Boddie, 1850) ...... 100 4.1.12.1. Nombres comunes ...... 100 4.1.12.2. Ubicación Taxonómica ...... 100 4.1.12.3. Descripción ...... 101 4.1.12.4. Clave pictórica de Helicoverpa zea (Boddie, 1850) ...... 102 4.2.12.5. Genitales de Helicoverpa zea (Boddie, 1850) ...... 102 4.1.12.6. Distribución geográfica ...... 102 4.2.13. Copitarsia corruda (Pogue y Simmons 2008) ...... 103 4.2.13.1. Taxonómica ...... 103
xiii
4.2.13. 2. Descripción ...... 103 4.2.13. 3. Clave pictórica de Copitarsia corruda (Pogue y Simmons 2008) ...... 104 4.2.13.4. Genitales de Copitarsia corruda (Pogue y Simmons 2008) ...... 104 4.2.13. 5. Distribución geográfica ...... 105 4.2.14. Copitarsia decolora (Guenée, 1852) ...... 105 4.2.14.1. Nombres comunes ...... 105 4.2.14.2. Taxonómica ...... 106 Orden: ...... 106 Lepidoptera Linnaeus, 1758 ...... 106 4.2.14.3. Descripción ...... 106 4.2.14.4. Clave pictórica de Copitarsia decolora (Guenée, 1852) ...... 107 4.2.14.5. Genitales de Copitarsia decolora (Guenée, 1852) ...... 107 4.2.14.6. Distribución geográfica ...... 108 4.2.15. Noctuidae sp 1 ...... 108 4.2.15.1. Descripción ...... 108 4.2.15.2. Genitales de Noctuidae sp 1 ...... 109 4.2.15.3. Distribución geográfica ...... 109 4.2.16. Noctuidae sp 2 ...... 109 4.2.16.1. Descripción ...... 109 4.2.16.2. Genitales de Noctuidae sp 2 ...... 110 4.2.16.3. Distribución geográfica ...... 110 4.2.17. Noctuidae sp 3 ...... 110 4.2.17.1. Descripción ...... 110 4.2.17.2. Genitales de Noctuidae sp 3 ...... 111 4.2.17.3. Distribución geográfica ...... 111 4.2.18. Noctuidae sp 4 ...... 111 4. 2.18.1. Descripción ...... 111 4.2.18.2. Genitales de Noctuidae sp 4 ...... 111 4. 2.18.3. Distribución geográfica ...... 112 4.2.19. Noctuidae sp 5 ...... 112 4. 2.19.1. Descripción ...... 112 4.2.19.2. Genitales de Noctuidae sp 5 ...... 113
xiv
4.2.19.3. Distribución geográfica ...... 113 4.2.20. Noctuidae sp 6 ...... 113 4. 2.20.1. Descripción ...... 113 4.2.20.2. Genitales de Noctuidae sp 6 ...... 114 4. 2.20.3. Distribución geográfica ...... 114 4.2.21. Noctuidae sp 7 ...... 114 4. 2.21.1. Descripción ...... 114 4.2.21.2. Genitales de Noctuidae sp 7 ...... 115 4. 2.21.3. Distribución geográfica ...... 115 4.2.22. Noctuidae sp 8 ...... 115 4. 2.22.1. Descripción ...... 115 4.2.22.2. Genitales de Noctuidae sp 8 ...... 116 4. 2.22.3. Distribución geográfica ...... 116 4.2.23. Noctuidae sp 9 ...... 116 4. 2.23.1. Descripción ...... 116 4.2.23.2. Genitales de Noctuidae sp 9 ...... 117 4.2.23.3. Distribución geográfica ...... 117 4.2.24. Noctuidae sp 10 ...... 117 4. 2.24.1. Descripción ...... 117 4.2.24.2. Genitales de Noctuidae sp 10 ...... 118 4. 2.24.3. Distribución geográfica ...... 118 4.2.25. Noctuidae sp 11 ...... 118 4. 2.25.1. Descripción ...... 118 4.2.25.2. Genitales de Noctuidae sp 11 ...... 119 4. 2.25.3. Distribución geográfica ...... 119 4.2.26. Noctuidae sp 12 ...... 119 4. 2.26.1. Descripción ...... 119 4.2.26.2. Genitales de Noctuidae sp 12 ...... 120 4. 2.26.3. Distribución geográfica ...... 120 4.2.27. Noctuidae sp 13 ...... 120 4.1.27.1. Descripción ...... 120 4.2.27.2. Genitales de Noctuidae sp 13 ...... 121
xv
4.1.27.3. Distribución geográfica ...... 121 4.2.28. Noctuidae sp 14 ...... 121 4.2.28.1. Descripción ...... 121 4.2.28.2. Genitales de Noctuidae sp 14 ...... 122 4.2.28.3. Distribución geográfica ...... 122 4.2.29. Noctuidae sp 15 ...... 122 4.2.29.1. Descripción ...... 122 4.2.29.2. Genitales de Noctuidae sp 15 ...... 123 4.2.29.2. Distribución geográfica ...... 123 4.2.30. Noctuidae sp 16 ...... 123 4.2.30.1. Descripción ...... 123 4.2.30.2. Genitales de Noctuidae sp 16 ...... 123 4.1.30.2. Distribución geográfica ...... 124 4.2.31. Noctuidae sp 17 ...... 124 4.2.31.1. Descripción ...... 124 4.2.31.2. Genitales de Noctuidae sp 17 ...... 124 4.1.31.2. Distribución geográfica ...... 125 4.2.32. Noctuidae sp 18 ...... 125 4.2.32.1. Descripción ...... 125 4.2.32.2. Genitales de Noctuidae sp 18 ...... 125 4.1.32.2. Distribución geográfica ...... 126 4.2.33. Noctuidae sp 19 ...... 126 4.1.33.1. Descripción ...... 126 4.2.33.2. Genitales de Noctuidae sp 19 ...... 126 4.1.33.2. Distribución geográfica ...... 127 4.2.34. Noctuidae sp 20 ...... 127 4. 2.34.1. Descripción ...... 127 4.2.34.2. Genitales de Noctuidae sp 20 ...... 127 4. 2.34.3. Distribución geográfica ...... 128 4.2.35. Noctuidae sp 21 ...... 128 4.2.35.1. Descripción ...... 128 4.2.35.2. Genitales de Noctuidae sp 21 ...... 128
xvi
4.2.35.3. Distribución geográfica ...... 128 4.2.36. Noctuidae sp 22 ...... 129 4.2.36.1. Descripción ...... 129 4.2.36.2. Genitales de Noctuidae sp 22 ...... 129 4.2.36.3. Distribución geográfica ...... 129 CAPÍTULO V ...... 130 CONCLUSIONES ...... 130 CAPÍTULO VI ...... 131 RECOMENDACIONES ...... 131 CAPÍTULO VII ...... 132 BIBLIOGRAFÍA ...... 132 Gerencia Regional de Agricultura., 2012-2013. Departamento Arequipa y sus distritos. Ejecución y perspectivas de la información agrícola. Campaña agrícola 2012 - 2013. Gobierno Regional de Arequipa. agroarequipa.gob.pe...... 137 Hardwick, D.F., 1970. A generic revision of the North American Heliothidinae (Lepidoptera: Noctuidae). Memoirs of the Entomological Society of Canada No. 73. The Entomological Society of Canada, Ottawa, Ontario...... 138 ANEXOS ...... 151
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INDICE DE TABLAS
Tabla 1. Áreas Agrícolas en Arequipa Metropolitana ...... 3
Tabla 2. Números de especies de las superfamilias de Lepidoptera...... 6
Tabla 3. Claves para las Subfamilias de Noctuidae en base de los dos grandes grupos,
Trifmae (Guenee, 1895) y Quadrifinae (Guenee, 1895)...... 21
Tabla 4. Ubicación Geográfica de los distritos de Arequipa Metropolitana donde se realizó
la investigación...... 35
Tabla 5. Parámetros climáticos promedio de Arequipa durante el desarrollo del trabajo
experimental entre los meses de julio - diciembre del 2018...... 36
Tabla 6: Listado de especies de Noctuidos identificados para la campiña de Arequipa, con
su respectiva clasificación taxonómica...... 71
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CAPÍTULO I
INTRODUCCIÓN
El Perú es uno de los países con mayor diversidad y abundancia de especies de mariposas en el mundo, esta afirmación es corroborada gracias a los inventarios de investigadores peruanos y extranjeros, quienes clasifican nuevas especies año tras año
(Mulanovich, A. 2007).
Se calcula que existen unas 255.000 especies de lepidópteros a nivel mundial de las cuales, la Familia Noctuidae representa el grupo más numeroso del Orden Lepidoptera, al constituir aproximadamente 42.131 especies a nivel mundial y 16.820 especies a nivel de la región Neotropical (Heppner, 1998).
La inmensa mayoría de los Noctuidos vuelan de noche y son atraídos por los focos de luz. Los adultos son de tamaño grande de cuerpo robusto, con alas anteriores estrechas del tipo membranosa con coloraciones oscuras, generalmente con manchas en las alas que facilitan su clasificación. Las alas posteriores son más redondeadas y más claras u oscuras en el borde del margen externo.
El uso de trampas de luz y la captura por medio de la malla entomológica permite conocer la posterior identificación del adulto capturado, por medio de métodos de
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identificación de un lepidóptero propuesto por Lamas (2001), considerando seis métodos los cuales son: 1) la identificación por un experto, 2) por comparación de especímenes marcados en una colección , 3) por comparación de figuras ilustradas en libros, 4) por comparación mediante descriptores, 5) por el uso de claves analítica y 6) por comparación de dos o más procedimientos.
En consecuencia, el estudio de la Familia Noctuidae es de gran importancia biológica y económica, ya que están representados por abundantes especies aún no descritas y poco estudiadas; adicionalmente es el primer estudio que se realiza a nivel regional y aporta al conocimiento de las especies de la campiña de Arequipa.
1.1. OBJETIVOS
1.1.2. Objetivo general
Imventario de especies de Noctuidos de la campiña de Arequipa y la elaboración del
primer listado de especies de Noctuidos.
12.2. Objetivos específicos
Identificar las especies de Noctuidos encontrados en la campiña de Arequipa.
Establecer como es la distribución por especies, por localidad estudiada.
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CAPÍTULO II
REVISIÓN BIBLIOGRÁFICA
2.1. CAMPIÑA DE AREQUIPA
Una campiña es un terreno amplio con tierras que se destinan a la labranza, el término tiene su origen etimológico más remoto en el vocablo latino campanĭa. El concepto suele utilizarse como sinónimo de campo, una extensión territorial que se halla en las afueras de una ciudad o que hace referencia a la tierra que puede trabajarse (Pérez y Merino, 2011).
Arequipa Metropolitana, está formado por las áreas urbanas consolidadas, así como sus áreas agrícolas inmediatas de los distritos de: Arequipa-Cercado, Alto Selva Alegre,
Cayma, Cerro Colorado, Characato, Chiguata, Jacobo Hunter, José Luis Bustamante y
Rivero, Miraflores, Mariano Melgar, Mollebaya, Paucarpata, Quequeña, Sabandía, Sachaca,
Socabaya, Tiabaya, Uchumayo, Yanahuara, Yarabamba y Yura (IMPLA, 2016).
Arequipa Metropolitana, costa de 21 distritos de los cuales 19 distritos cuentan con
áreas agrícolas o también conocidos como campiña (Tabla 1).
Tabla 1. Áreas Agrícolas en Arequipa Metropolitana
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DISTRITO AREA AREA TIPO RIEGO N° PREDIOS N° TOTAL BAJO USUARIOS RIEGO HAS HAS Arequipa-Cercado 29 27 G 35 32 Alto S.Alegre 154 61 G 64 54 Cayma 479 456 G 1126 770 C. Colorado 2059 2029 G 902 806 Characato 620 540 G 1591 746 Chiguata 1004.55 991.41 G 486 J. Hunter 427 379 G 490 302 J.L.B.y Rivero 144 125 G 264 178 Miraflores 0 0 0 0 Mariano Melgar 0 0 0 0 Mollebaya 104 98 G Paucarpata 442 393 G 779 427 Quequeña 677 546 G Sabandia 379 348 G 919 455 Sachaca 740 678 G 844 607 Socabaya 755 693 G 1522 826 Tiabaya 1208 1206 G 1025 664 Uchumayo 1649 1523 G 1422 1064 Yanahuara 823 626 G 712 575 Yarabamba 592 G Yura 953 943 G 935 585 Fuente: Ministerio de Agricultura (2006), IMPLA-Instituto de Planeamiento Municipal, (2016), MNAG, IV Censo agropecuario (1994)
2.2. ORDEN LEPIDÓPTERA
El orden Lepidóptero se divide en dos subórdenes que agrupan a estos insectos por características anatómicas y hábitos. El suborden Heterocera o mariposas peines (antenas pectinadas), poseen colores poco llamativos generalmente marrones, pardos o grises, y suelen volar durante la noche (Games, 2010).
El otro suborden Rhopalocera o mariposas diurnas, presentan ensanchamiento en sus antenas (clavas o mazas) y no peines. Poseen colores atractivos, generalmente en la cara superior o faz dorsal y colores menos llamativos o crípticos en la faz ventral o cara inferior.
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Suelen descansar con las alas plegadas sobre el dorso y acostumbran volar durante las horas de luz. Generalmente gustan de estar con las alas extendidas al sol (Games, 2010).
Se estima que más de 250.000 especies de Lepidoptera habitan la Tierra, de las cuales unas 150.000 han sido descritas hasta ahora. Aun cuando parece existir consenso en dividir el orden en cuatro subórdenes (Zeugloptera, Aglossata, Heterobathmiina y Glossata), no se cuenta con una clasificación estable y universalmente aceptada del orden, ni siquiera al nivel de superfamilias (Lamas, 2000).
Los lepidópteros constituyen una de los órdenes más diversos de insectos y tienen representantes de fácil captura, especialmente las mariposas, que son atraídas por fuentes luminosas (Gardiner, 1995).
En la Región Neotropical exhibe la mayor diversidad de Lepidoptera en el mundo, estimada en más del 35% del número total de especies. Este porcentaje se incrementa a más del 42% cuando son consideradas sólo las mariposas (Papilionoidea + Hesperoidea) (Lamas,
2000).
En el Perú hay una lista completa de las mariposas diurnas, ha sido preparada por
Lamas (1977), así como para varias familias de "heteróceros". Para algunos grupos pequeños se ha empezado a publicar listas nacionales (Lamas y Grados, 1997 y Lamas y Grados, 1998).
En la Tabla 2 se presentan los números de especies descritas en las 31 superfamilias de Lepidoptera, reconocidas por Heppner (1998), para el Neotrópico y el mundo, así como los totales estimados.
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Tabla 2. Números de especies de las superfamilias de Lepidoptera
SUB ORDEN SUPERFAMILIA NEOTRÓPICO MUNDO Zeugloptera Micropterigoidea 2 130 Aglossata Agathiphagoidea 0 2 HeterobathmiIna Heterobathmioidea 2 2 Glossata Eriocranioidea 0 31 Neopseustoidea 3 9 Mnesarchaeoidea 0 6 Hepialoidea 133 463 Nepticuloidea 37 949 Palaephatoidea 28 31 Incurvarioidea 41 527 Tineoidea 720 5.504 Gelechioidea 2.872 16.616 Copromorphoidea 46 546 Yponomeutoidea 271 1.841 Immoidea 36 246 Pyraioidea 3.804 16.654 Pterophoroidea 187 1.031 Sesioidea 378 1.700 Zygaenoidea 407 1.524 Cossoidea 511 1.978 Castnioidea 135 167 Tortricoidea 1.275 6.683 Calliduloidea 0 128 Uranioidea 271 763 Geometroidea 6.473 21.212 Papilionoidea 7.927 19.238 Drepanoidea 5 1.016 Bombycoidea 2.095 4.359 Sphingoidea 312 1.078 Noctuoidea 16.820 42.131 Total de especies 44.791 146.565 Totales estimados 90.000 255.000 Fuente: Heppner, 1998.
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2.3. SUPERFAMILIA NOCTUOIDEA
Según Echeverri y Herrera (1972) la superfamilia Noctuoidea comprende a las siguientes familias: Notodontidae, Arctiidae, Lymantridae y Noctuidae; presenta adultos de tamaño mediano, de colores opacos, poco llamativos.
Hay varios estudios recientes que sugieren un cambio radical en la clasificación tradicional de nivel familiar según: Kitching (1984), Poole (1995), Kitching y Rawlins
(1998), Speidel et al. (1996). Han realizado trabajos recientes para redifinar las familias dentro de Noctuoidea según: Mitchell et al. (1997), Mitchell et al. (2000), Mitchell et al.
(2006), Fibiger y Lafontaine (2005), Lafontaine y Fibiger (2006) y Zahiri et al. (2010).
Muy recientemente, Zahiri et al. (2011) exploraron varias de estas secuencias de genes en una muestra extensa de Noctuoidea. Los resultados mostraron ser prometedores para estabilizar la clasificación a nivel familiar en torno a seis grupos familiares bien apoyados: Oenosandridae, Notodontidae, Erebidae, Euteliidae, Nolidae y Noctuidae.
De las familias recientemente circunscritas, la más controvertida es el estudio de
Erebidae, Zahiri et al. (2011) que brindó un fuerte apoyo a la monofilia de Erebidae, pero se encontró que muchas de las subfamilias y tribus tradicionales eran para o polifiléticas, incluso con un muestreo limitado. Sorprendentemente, muchas de las divergencias basales mostraron ramas muy cortas con poco o ningún apoyo
La mayor clasificación de la superfamilia Noctuoidea se encuentra actualmente en estudio, y es inevitable que se produzcan más cambios.
Según Lafontaine y Schmidt, (2010) tiene la siguiente clasificación.
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Figura 1. Hipótesis filogenética de la superfamilia Noctuoidea basada en al análisis de máxima verosimilitud, representan a las familias: Oenosandra (Oenosandridae), Phalera (Notodontidae), Eligma (Nolidae), Stictoptera (Euteliidae), Periphanes (Noctuidae) y Spirama (Erebidae). Fuente: Zahiri et al. (2011) - Systematic Entomology
2.4. FAMILIA NOCTUIDAE
La familia Noctuidae (polillas), es una de las más grandes dentro del orden
Lepidóptera, se han registrado más de 2500 especies, la mayoría de las polillas que vuelan a nuestras casas en la noche, atraídas por la luz, son miembros de esta familia, su hábito nocturno hace mención al nombre de la familia (Comstock, 1960).
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La mayoría se alimenta de follaje, y algunos de frutos, un gran número de especies de este grupo son plagas claves de diferentes cultivos. (Triplehorn y Johnson, 2005)
Spodoptera frugiperda (J.E. Smith), Spodoptera eridania (Stoll, 1782) y Agrotis sp., son algunas especies plaga de esta familia. La primera, es conocida como plaga de maíz, Se localiza en la costa, sierra y selva. Spodoptera eridania, adquiere importancia en cultivos cuyo fructificación ocurre en los meses de verano, como el cultivo de tomate, pudiendo causar fuertes daños a los frutos, reduciendo significativamente los rendimientos. Agrotis sp.
Es una especie polífaga, es decir, infestan una gran variedad de plantas cultivadas y silvestres
(Sánchez y Vergara, 2014).
2.4.1. Morfología externa de la Familia Noctuidae.
Tamaño mediano a grande, cuerpo robusto y corto, presentando colores grises a pajizo:
2.4.1.1. Cabeza.
2.4.1.1.1. Clípeo - frente: sin apenas separación, ocupa una ancha zona entre el labro y la base de las antenas. En algunas especies se destacan unas protuberancias que toman diversos aspectos: cuerno, grano, bulto, gorrito, muchas veces de carácter sistemático (Calle,
1982).
2.4.1.1.2. Antenas: se ubican entre los ojos compuestos, son muy variables en cuanto a tamaño y estructura, con un elevado número de artejos. Son de forma pectinadas, dentadas o filiformes.
La antena del tipo pectinada normalmente es un criterio de dimorfismo sexual, ya que las hembras suelen presentar antenas filiformes o lisas en la mayoría de los casos (Calle,
1982).
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2.4.1.1.3. Ojos: tienen un par de ocelos situados cerca de la base de las antenas y escondidos entre las escamas. Un par de ojos compuestos que pueden presentar su superficie cubierta de pelos como ocurre con la subfamilia Hadeninae o con cilios en sus orillas a modo de pestañas como sucede en las subfamilias Cuculliinae y Plusiinae (Calle, 1982).
2.4.1.1.4. Genas: son unas estrechas zonas comprendidas entre los ojos compuestos y el clípeo (Calle, 1982).
2.4.1.1.5. Vertex: visible en posición dorsal, está situado detrás de la frente, teniendo con frecuencia escamas que pueden adoptar diversas formas y que en algunos casos tiene importancia sistemática (Calle, 1982).
2.4.1.1.3. Aparato bucal: como en todos los lepidópteros transformado en espiritrompa, adaptada a la succión de néctar y demás productos azucarados. Está integrada por un labro en posición anterior que se presenta reducido a un pequeño esclerito con dos procesos laterales cónicos provistos de sedas, son los pilíferos.
Las mandíbulas han desaparecido totalmente. Las maxilas con las galeas hipertrofiadas formando la espiritrompa (algunos la presentan atrofiada como es el caso de los Episemá). El segundo par de maxilas o labium presenta los palpos labiales muy desarrollados en tres artejos, de carácter sistemático, ya que varían en longitud, disposición y modo de proveerse de escamas, muchas veces transformadas en pelos (Calle, 1982).
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Figura 2. Vista lateral y frontal de la cabeza de Noctuidae. Fuente: Urretabizkaya et al. (2010) – INTA
2.4.1.2. Tórax.
2.4.1.2.1. Protórax: es el más reducido de los tres segmentos torácicos y al que se articula el primer par de patas. Dorsalmente cabe distinguir el gran desarrollo que adquieren dos escleritos a modo de collar, las patagias que en éstos pueden tener importancia, como en las Cucullia que adoptan el aspecto de copete (Calle, 1982).
2.4.1.2.2. Mesotórax: es el más desarrollado de los tres segmentos torácicos, donde cabe destacar en el noto, al mesoscutum, protegido lateralmente por dos placas articuladas en su base y provistas de escamas de carácter sistemático, ya que pueden adoptar desde la forma de escamas típicas y en tejado, hasta la forma transformada en pelo; son las denominadas tégulas (Calle, 1982).
Posteriormente y como incrustándose dorsalmente en el metatórax se encuentra el mesoscutellum, de forma circular y bien desarrollado. Se articula al mesotórax en su parte superior el primer par de alas, y en su parte inferior el segundo par de patas (Calle, 1982).
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2.4.1.2.3. Metatórax: Está situado por debajo del mesotórax y dorsalmente pueden distinguirse dos grandes placas esclerotizadas laterales que constituyen el metascutum, y central y posteriormente otra pieza bien esclerotizada, el metascutellum. En su parte inferior se articula el tercer par de patas (Calle, 1982).
También en el metatórax en la parte dorsal de los epímeros se encuentran los órganos timpánicos, típicos de los Noctuidae, y que forman dos cavidades cerradas, una a cada lado.
Pueden ser de carácter sistemático, prueba de ello ha sido la reciente separación por
Kiriakoff, 1970 del Noctuidae Diloba caeruleocephala en una familia aparte: Dilobiidae
(Calle, 1982).
Figura 3. Vista dorsal del tórax de Noctuidae. Fuente: Calle, (1982).
2.4.1.2.4. Ala anterior: surgen al igual que las posteriores, de la parte superior de los epímeros, en este caso de la mesopleura. Son triangulares, más largas y estrechas que las posteriores. Cuando el imago se encuentra en reposo se colocan encima de las posteriores a las que protegen adoptando la forma de tejado (Calle, 1982).
En cuanto a la nerviación, para observarlas basta con gotear unas gotas de alcohol directamente encima de las alas, presentan una vena Costal (C) o marginal; una vena
Subcostal (S.C.); cinco venas Radiales (R), de las cuales la R 4 y R 5 provienen de la R3; tres venas Medianas (M), que salen directamente de la célula discal; dos venas Cubitales (Cu),
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que también salen directamente de la célula discal, y por último, una vena Anal (A), que sale libremente de la base alar (Calle, 1982).
Dorsalmente presentan unas ornamentaciones, manchas o figuras características y propias de la familia Noctuidae, y que de unas a otras especies varían de tamaño, forma, intensidad, no siendo raro que algunas veces aparezcan muy difuminados e incluso desaparezcan. Los dibujos son el diseño claviforme, en forma de clavo situado entre los nervios Cu2 y A1; el diseño orbicular, redondeado y situado en medio de la célula discal; el diseño reniforme de forma de riñon, situado en el extremo distal de la célula (Calle, 1982).
Además de estos tres diseños, pueden encontrarse una serie de líneas que, por su constancia han recibido nombres particulares. La estría basal es un trazo negro situado normalmente entre la Cu2 y la A1 en la base del ala. Las líneas transversas basilares y antemedia que atraviesan transversalmente el ala por delante de los diseños orbicular y claviforme. La mediana surca el ala entre la orbicular y la reniforme. La postmedia inmediatamente detrás de la reniforme. La subterminal atraviesa transversalmente el ala paralelamente al margen exterior, y por último, las fimbrias escamas externas que ocupan una franja desde el apex o ángulo apical hasta sobrepasar el tornus o ángulo anal, hacia el margen interno anal (Calle, 1982).
Figura 4. Ala anterior de Noctuidae. Fuente: Calle, (1982).
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2.4.1.2.5. Ala posterior: es de destacar la presencia de unas espinas que salen en la base y que varían en número, siendo normalmente en los machos de 1, y en las hembras de
2 ó 3 como ocurre con las el género Catocala, lo que apoya aún más el dimorfismo sexual;
éstas espinas reciben el nombre de frenulum, jugando un papel muy importante en el vuelo, ya que sirven de engranaje con las alas anteriores (Calle, 1982).
Figura 5. Ala posterior de Noctuidae. Fuente: Calle, (1982).
En cuanto a la nerviación las posteriores presentan una vena Costal (C); una Subcostal
(S.C.); una Radial (R); tres venas Medianas (M) con una M2 de gran importancia, pues es el carácter empleado para dividir a los Noctuidae en dos grandes grupos: Quadrífinae (Figura.6
- A), con la M bien marcada y los Trifinae (Figura. 6 - B) con la M2 muy débil y contrastando fuertemente con las otras dos M que están bien marcadas; dos Cubitales (Cu) y una o dos
Anales (A) (Calle, 1982).
Figura 6. A). Quadrífinae, Autographa gamma Y B). Trifinae, Mythimna vitellina. Fuente: Calle, (1982).
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2.4.1.2.6. Patas: tres pares de patas surgen en la parte inferior de los epímeros pleurales del tórax. En cada apéndice es de destacar su división en 5 partes coxa, trocánter, fémur, tibia y tarso dividido éste a su vez en 5 artejos, el último con dos uñitas amodo de garfios (Calle, 1982).
En muchos Noctuidae es frecuente la presencia de un garfio curvado en medio de la tibia prototorácica, es la llamada epífisis tibial. A veces, las tibias están provistas de numerosas y fuertes espinas, siendo de importancia sistemática, de tal forma se presentan en la subfamilia Noctuinae (Calle, 1982).
Figura 7. A). Noctua prónuba (tercer par de patas), B). Heliothis peltigera (tibia anterior, vista anterior) y C). Noctua pronuda (tibia anterior, vista anterior). Fuente: Calle, (1982).
2.4.1.3. Abdomen.
Constituido por diez segmentos con el noveno y el décimo profundamente modificados, formando la «genitalia». El primer segmento abdominal está muy reducido y su esternito ausente o membranoso. Los esternitos están separados de los tergitos por una pleura membranosa muy desarrollada, y en donde por cada segmento se encuentra un par de orificios estigmáticos. Frecuentemente existen en los machos unos copetes laterales ventrales, en la base del abdomen que en reposo mantienen escondidos; algunos autores a
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éstos copetes le llaman coremata y les atribuyen una función odorífera activa para la atracción sexual (Calle, 1982).
2.4.1.3.1. Genitalia Masculino: el uncus parte dorsal o tergo normalmente en forma de apéndice alargado y en pico, aunque algunas veces es espatulado, ovalado e incluso birrámeo como en Clytie. Tubo anal se encuentra dorsalmente y normalmente con dos piezas esclerotizadas la dorsal o scaphium y la ventral o subescaphium, y por el cual desemboca el tubo digestivo. Tegumen es el tergo que describe un dibujo semicircular y cubre a la genitalia dorsalmente. Peniculum son dos procesos o lóbulos situados lateralmente al tegumen y normalmente caracterizados por la gran dotación de sedas (Calle, 1982).
2.4.1.3.1.1. Ornamentaciones de las valvas: Sacculus forma una superficie más o menos ancha y esclerotizada en la base de la valva; a veces se prolonga distal e inferiormente hacia el extremo valval, denominándose entonces extensión del sacculus. También es frecuente que presente un corto apéndice en su base que puede tomar variadas formas, es el clavus pudiendo modificarse desde un corto apéndice digitiforme hasta una gruesa protuberancia. Editum es un pequeño proceso situado en la mitad basal de la valva provisto frecuentemente, cuando existe, de sedas. Corona con frecuencia presenta distalmente la valva una dilatación circular provista de fuertes espinas; es la corona que normalmente va precedida de una estrangulación valval que se denomina cucullus, que muchas veces se encuentra acodado. Pollex es el ángulo inferior que forma la valva en su posición distal y que muchas veces se encuentra en forma de apéndice más o menos alargado. Clasper es un proceso apendicular, bien digitiforme, bien laminar que adquiere diversas formas, según las especies.
Ampulla otro proceso normalmente en el centro valval y que se dirige perpendicular u oblicuamente al margen anterior o interno de la valva llamado costa, de la cual suele sobresalir, presentando además frecuentemente sedas. Fultura es una placa de diferentes
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formas (pentagonal, circular, acorazonada), que rodea al edeago, siendo, muchas veces, de carácter sistemático. Vinculum es la parte ventral de la genitalia, correspondiéndose con el externo. Su longitud y forma pueden ser muy variadas. Edeago es el órgano copulador propiamente dicho. Es un tubo esclerotizado, más o menos largo y curvado, según las especies; se presenta abierto en un extremo y lateralmente por el llamado ductus ejaculatorius e inmediatamente detrás se encuentra una pequeña dilatación que es el ciego del pene.
Interiormente se encuentra la vesica pro vista, muchas veces, de unas espinas gruesas llamadas cornuti, que pueden, a su vez, presentar en su base una vesícula; otras veces forman unas pequeñas plaquitas, muy esclerotizadas de gran valor sistemático (Calle, 1982).
Figura 8. A).Parte izquierda del andropigio de Maythimna albipunta, B).Parte derecha del andropigio de Paradiarsia glareosa y C). Adeagus de Cucullia verbasci. Fuente: Calle, (1982).
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2.4.1.3.2. Genitalia femenina: Las valvas o papilas anales con sus prolongaciones o apodemas o apófisis varían en longitud, grosor y forma. El noveno segmento con sus correspondientes apodemas o apófisis también son susceptibles de variación específica. La placa más o menos esclerotizada y con forma variable puede ser un buen carácter de determinación. El ostium y el ductus bursae, por su forma, longitud y grosor también pueden tener su importancia. Quizás la parte más interesante, en general, es la bursa copulatrix, por su forma, longitud y, a veces, por la presencia de signum o piezas más o menos pequeñas perfectamente esclerotizadas pueden ayudar a su identificación como en las Conistra Calle,
1982).
Figura 9. Ginopigio de Hadena ruetimeyeri Brsn. Fuente: Calle, (1982).
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2.4.2. Ubicación Taxonómica de la Familia Noctuidae
Lafontaine y Schmidt, (2010), tiene la siguiente clasificación.
Reino: Animalia
Filo : Arthropoda Siebold, 1848
Clase: Insecta Linnaeus, 1758
Orden: Lepidoptera Linnaeus, 1758
Suborden: Glossata
Infraorden: Heteroneura
Superfamilia: Noctuoidea Latreille, 1809
Familia: Noctuidae Latreille, 1809
2.4.3. Comportamiento de adultos de la Familia Noctuidae
Los adultos son en general de colores apagados, desarrollan su actividad durante la noche, y sus puestas tienen lugar sobre el suelo o sobre la corona de las plantas (Cayrol, 1972;
Borror et al., 1989).
2.4.3.1. Estudios de migración
La migración, definida como la realización de desplazamientos a largas distancias, es característica de muchos insectos. La migración provee la posibilidad de evitar condiciones ambientales adversas, o de explotar hábitats alternativos (Rankin y Burchsted, 1992).
La existencia de potencialidades bióticas particulares (polifagia de las larvas, longevidad, elevado potencial reproductivo) sumada a la capacidad de migrar, causa graves problemas agronómicos, ya que permiten la aparición de gran cantidad de individuos que invaden vastas áreas (Baudino, 2006).
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Varias especies de Noctuidae son migratorias. Las migraciones de Agrotis ipsilon son de las mejor estudiadas. Las mariposas de esta especie, de entre 2 y 3 cm de envergadura alar, tienen la capacidad de efectuar vuelos orientados y a grandes distancias, lo que les permite escapar de las condiciones rigurosas que existan temporalmente dentro de un área.
Esta especie desaparece casi totalmente del norte de África y de las regiones mediterráneas en el otoño, migrando hacia el norte de Europaen primavera (Baudino, 2006) menciona a
(Causse et al. 1988, Poitout et al. 1974). Loublier et al. (1994), que investigaron las migraciones de A. ipsilon mediante el análisis específico del polen transportado por los adultos capturados en trampas de luz. Los resultados sugieren una migración hacia el norte de Francia desde Córcega y la Riviera Francesa, y aportan evidencia indirecta de migración desde el norte de África. El análisis de polen también provee información sobre la importancia de ciertas plantas nectaríferas para A. ipsilon, probablemente como recursos alimentarios para los adultos.
El estudio de los movimientos migratorios ha recibido una gran atención en América del Norte, y se describen tanto los patrones migratorios como los mecanismos implicados. El patrón general de migración, sobre la base de numerosos trabajos en A. ipsilon, muestra un movimiento hacia áreas septentrionales con el avance del verano, y un desplazamiento hacia regiones meridionales durante el otoño (Showers, 1997). El inicio de los movimientos migratorios es desencadenado por el fotoperíodo (Spitzer, 1972) y las polillas son transportadas por corrientes de aire que se desplazan a bajas alturas (Showers et al., 1993).
En América del Sur la información sobre migración es más escasa. Los registros disponibles sobre la base de capturas de adultos de A. ipsilon sugieren movimientos migratorios hacia el sur en verano y un retorno hacia áreas de menor latitud en otoño
(Showers, 1997).
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Muchas especies de noctuidos migran de uno a otro lugar volando grandes distancias, pudiendo observarse migraciones masivas en diversas ocasiones del año.
2.4.4. Claves para las Subfamilias de Noctuidae
Tabla 3. Claves para las Subfamilias de Noctuidae en base de los dos grandes grupos, Trifmae (Guenee, 1895) y Quadrifinae (Guenee, 1895).
Código Descripción Subfamilia 1 (10) Alas posteriores con M2 muy débil o ausente Trifinae 2 (5) Tibias del tercer par de patas con espinas 3 (4) Tibias anteriores con dos uñas encorbadas normalmente asimétricas, en Heliothidiinae cuyo caso la espina interior es mayor que la exterior, en el extremo de su cara anterior o interior 4 (3) Tibias anteriores sin esas características (normalmente presentan 5 o 6 Noctuinae pares de uñas, todas del mismo grosor 5 (2) Tibias del tercer par de patas sin espinas 6 (7) Superficie de los ojos cubiertas de pelos Hadeninae 7 (6) Superficie de los ojos lisa 8 (9) Ojos rodeados de un acorona de pelos largos, a modo de pestañas Cucullinae 9 (8) Ojos sin coronas de pelos Amphipyrinae a (b) Orugas no peludas Acronyctinae 10 (1) Alas posteriores con la M2 bien patente Quadrifinae 11 (12) Palpi casi tan largo como el tórax y M3 unida en un pequeño tramo de la Hypeninae Cu 12 (11) Sin dichas características 13 (14) Extremo abdominal con dos mechones de pelos laterales Euteliinae 14 (13) Sin mechones laterales en el extremo abdominal 15 (22) Sc unida en sus comienzos un cierto tramo a la R’ 16 (17) Tibias del segundo par de patas con espinas que tienen una formación Catocalinae frontal típica 17 (16) Tibias del segundo par de patas sin espinas 18 (19) M2 saliendo cerca de la M1; palpos largos Fam. Nycteolidae 19 (18) M2 saliendo cerca de M3; palpos no largos 20 (21) M3 y Cu1 unidas en un pequeño tramo después de la celda discal Chloephorinae 21 (20) No unidas en un tramo Ophiderinae 22 (15) Sc no unida en un cierto tramo a R’ en su base 23 (24) Ojos con pestañas. Tégula normalmente sin escamas típicas adoptando la Plusiinae forma de tejado 24 (23) Ojos sin pestañas. Tégulas con escamas típicas Acontiinae Fuente: tomada de Calle, (1982).
2.4.5. Subfamilias de la Familia Noctuidae.
2.4.5.1. Subfamilia Noctuinae
La subfamilia Noctuinae fue definida por Hampson (1913) bajo el nombre de
Agrotinae, como noctiuidos tímidos con espinas (en realidad, setas muy esclerotizadas) en
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las tibias. Esta definición ha seguido siendo la base de la subfamilia con la advertencia
"excepto aquellos grupos que están relacionados con géneros con tibia no perfilada".
Kitching y Rawlins (1998) redefinieron los Noctuinae sobre la base del distintivo plegado de alas. Mecanismo de los adultos en el que las alas se mantienen planas sobre la espalda y se superponen ampliamente para que las costas de Las dos alas anteriores son en gran parte paralelas entre sí y a los lados del cuerpo. La mayoría de los otros noctuids sostienen las alas en forma de techo sobre el cuerpo con los márgenes posteriores de las alas anteriores paralelos para que el contorno de la polilla en reposo hay un triángulo alargado.
En términos de larvas, la subfamilia se caracteriza principalmente por la relativamente corta, hilera plana con el margen apical superior (ocasionalmente también el inferior) con flecos o lacerados.
2.4.5.2. Subfamilia Plusiinae
Las plusiinas están representadas por aproximadamente 400 especies en todo el mundo, de las cuales 76 especies se encuentran en América del Norte (Pogue, 2005).
Según Lafontaine y Poole (1991) las Plusiinae se caracterizan por grandes labiales invertidos palpos que se extienden sobre el ojo, mechones de gran escala en el tórax, mechones de la escala dorsal en 1 o más segmentos abdominales, y un ala trasera cuadrífida
(la vena Cu aparece con 4 ramificaciones).
2.4.5.3. Subfamilia Heliothinae
Tiene unas 400 especies distribuidas a lo ancho del mundo. Se encuentran predominantemente en las áreas semiáridas subtropicales (Cho, 2008).
La subfamilia ha sido estudiada extensivamente. Importantes trabajos incluyen estudios de Hardwick (1970) y Matthews (1987).
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La definición más fiable de la subfamilia se encuentra en las larvas (Hardwick (1996) y Matthews (1999)). Estas tienen una piel espinosa y una disposición transversal en forma de setas en L1 y L2 en el protórax.
Las características de los adultos, que son exclusivas de esta subfamilia, son los genitales masculinos que se han alargado (Hardwick, 1970).
2.4.5.4. Subfamilia Cuculliinae
La subfamilia Cuculliinae fue definida por Kitching y Rawlins (1998)
Características del adulto , proboscis alargado (también expresado en la pupa), que permite que las polillas se alimenten mientras se ciernen sobre la flor como los esfíngidos o colibríes, en lugar de tener que aterrizar en la flor para alimentarse; collar protorácico agrandado (se proyecta anteriormente como una capa o proceso cuando la polilla está en reposo para darle a la polilla una apariencia de palo críptico; vesica con dos o tres cornutas en los vértices de divertículos subbasales, por lo demás desarmados; Larva con ganchillos biordinos (también en Oncocnemidinae, Plusiinae, Heliothinae y algunos géneros de
Xyleninae); y Seta apical en palpus labial corto (casi tan largo como el segundo segmento) (
Fibiger, 2005).
2.5. TÉCNICAS DE RECOLECCIÓN
Una colección biológica es útil porque sirve para sustentar la biodiversidad del país, nos permite documentar la distribución de las especies y son la base fundamental para la clasificación, sistemática y biogeografía, disciplinas que son esenciales para la conservación.
Así mismo las colecciones nos ayudan a identificar especies amenazadas, áreas de endemismos o de alta biodiversidad y establecer prioridades de conservación, en otras palabras, es una biblioteca biológica (Andrade et al.2013).
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Por lo mismo, la conservación de las colecciones biológicas es de vital importancia para mantener, en el mejor estado posible, los ejemplares que se encuentran depositados en ellas. Se requieren de técnicas y procedimientos de mantenimiento acorde con los organismos que se encuentren depositados y según las necesidades; sin embargo, toda colección biológica, está expuestas a múltiples agentes de deterioro biológico que pueden causar daños, algunas veces irreparables (Llorente 1990, Llorente y Castro 2002).
2.5.1. Red Entomológica
También llamada red lepidopterológica o jama. Ésta consiste en una aro de 40 cm de diámetro, tiene un cono en tela de tul muy suave, el largo del cono es de 100 cm y la punta de este cono debe terminar de manera redondeada, para evitar daño alar al ingresar en la red; el mango de la red, está conformado de varias secciones, máximo 6, de 60 cm cada una, que se unen entre sí; el aro con la red se sujeta a la primer sección con un tornillo, una vez unido este aro a las secciones se tendrá una red de 4 m de largo. Ésta red se utiliza para la captura de ejemplares en cualquier tipo de ecosistema (Andrade et al.2013).
Figura 10. Red entomológica: A. Diámetro de aro de la red, B. Malla en tela suave (Nylon), la punta de la red no es aguda, C. Secciones de la red, D. Tornillo que sujeta el aro con la malla, E. Red terminada en vista horizontal. Fuente: tomadas de (Andrade et al2013)
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2.5.2. Trampa de Luz
Esta trampa se utiliza en colectas nocturnas y sirve para atraer insectos voladores con fototropismo positivo. Una alta diversidad de insectos nocturnos es atraída a la luz, entre ellos varios de los más exóticos. No se conoce con certeza porqué muchos insectos nocturnos son atraídos a la luz, pero se ha postulado que muchos de ellos se orientan en su vuelo tomando como referencia algún punto luminoso en el cielo, que puede ser la luna o las estrellas más cercanas a la tierra. La orientación es similar a la que tienen las abejas de la miel utilizando la posición del sol. Tal vez por esta razón, es poco eficiente colectar en noches con luna, ya que muchos organismos se orientarán con ella en lugar de ser atraídos a la trampa
(Márquez, 2005).
Figura 11. Diferentes tipos de trampas de luz (a-c tomadas de White, 1983; d tomada de Morón & Terrón, 1988). A, tubo de luz fluorescente con convertidor para conectarse a baterías de vehículos; B, foco de bulbo con embudo y frasco colector; C, dos tubos de luz mercurial con láminas que conducen a los ejemplares hacia la cubeta que funciona como recipiente colector; D, trampa de luz completamente instalada con tubo de luz mercurial y manta blanca. Fuente: (Márquez, 2005)
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La trampa de luz es una de las herramientas utilizadas para identificar plagas de interés agrícola en sus estadios adultos (polillas), que son atraídas por un tubo de luz y vuelan hacia una celda donde quedan atrapadas, para su posterior reconocimiento y contabilización.
Estos reconocimientos y conteos aportan un dato de referencia sobre la evolución de las plagas durante el ciclo productivo de los cultivos, a fin de guiar a los productores a un seguimiento de lotes, evitar hacer controles innecesarios cuando la presencia es baja, y hacer aplicaciones de oportunidad, con un uso racional de agroquímicos cuando la presencia se encuentre en un nivel de daño económico (De Emilio, 2010).
2.6. TÉCNICAS DE MUERTE
2.6.1. Frascos de letal
Para matar los insectos, generalmente se usa Cianuro de Potasio (KCN); es necesario para esto, disponer de frascos de superficie lisa, resistentes y con boca ancha. El KCN puede colocarse en el fondo del frasco cubriéndolo con algodón y fijándolo con un disco de cartón que debe quedar bien ajustado al franco.
El KCN también puede colocarse cubriendo el fondo del frasco hasta 1 cm. aproximadamente, luego se prepara el agua de yeso y se vacía sobre el KCN, dejando fraguar el yeso. Después de seco, se limpian los bordes del frasco con algodón seco o húmedo. Esta operación debe ser rápida y cuidando de no aspirar los gases que se estarán desprendiendo del frasco. Sobre la capa de yeso se puede colocar un disco de papel filtro o algunas capas de tiras de papel higiénico para impedir que los insectos se cubran con el polvillo del yeso. Estos frascos deben rotularse con la palabra "Veneno".
Se utilizan también los frascos de bencina, que tienen la ventaja de ser completamente inofensivos para las personas. Se impregna algodón en bencina, sobre el algodón debe
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colocarse una rejilla de alambre muy fino, sobre la cual quedarán los insectos. Presenta algún inconveniente: 1. debe cargarse cada vez que se emplee, ya que el efecto dura uno o dos días,
2. la bencina decolora y destruye los pelos.
Se puede utilizar además aserrín o algodón empapado en éter, benceno, tetracloruro de carbono (CCL4) pero siempre cubriendo el algodón o aserrín con trozos de papel o cartón.
Figura 12. Cámara letal en un frasco de vidrio de boca ancha (tomada de Martin, 1977). Fuente: (Márquez, 2005)
Para los coleópteros da buen resultado introducirlos en bencina; en esta forma ellos se mantienen flexibles por largo tiempo, facilitando el tratamiento posterior de montaje.
También la bencina es apropiada para la captura de parásitos. En este caso se empapa un algodón que debe pasarse sobre la piel del hospedero, los fija inmediatamente (malófagos, anopluros, hemípteros, dípteros etc.)
A los lepidópteros se les da muerte apretándoles el tórax entre el índice y el pulgar, o simplemente introduciéndolos en un frasco que contenga KCN o algodón impregnado en
éter, bencina, etc. (jamás poner los lepidópteros en alcohol o medios húmedos); una vez muertos deben guardarse en sobres llamados triángulos, que se confeccionan de papel fino.
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2.7. TÉCNICAS DE PRESERVACIÓN
2.7.1. Preservación en seco
2.7.1.1 Triángulo de papel milano
El triángulo de papel se utiliza como sobre para depositar el ejemplar que se recolecta, este sobre se puede hacer manualmente, utilizando papel milano blanco (casi transparente), para esto se debe recortar un rectángulo de 10 x 14 centímetros, se debe doblar un extremo sobre uno de sus lados teniendo cuidado de dejar dos de sus lados libres, uno de 1 cm y el otro de 3 cm; a continuación en el lado libre de 1 cm frote un poco de pegante en barra sobre la superficie y pegue haciendo un segundo dobles; en el lado libre de 3 cm haga un tercer dobles, sin colocar pegante ya que este será utilizado como tapa del sobre (Andrade et al.2013).
Figura 13. Triangulo de papel milano. A. rectángulo de papel milano, B. primer dobles, C. Segundo dobles y pegar con pegante de papel, D. Tercer dobles para hacer la tapa del sobre, E. Sobre con los datos de la localidad de recolecta del espécimen. F. Sobre marcado con número de campo del recolector. Fuente: Andrade et al.2013
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2.7.1.2. Técnica de relajación o ablandamiento de ejemplares secos
Después de recolectar los ejemplares, se recomienda realizar los montajes en el menor tiempo posible, pero si han pasado más de 3 días, es necesario ablandar los ejemplares, para poder realizar el montaje. Los ejemplares deben ser rehidratados en cámaras húmedas.
(Andrade et al.2013).
A continuación, se enumerarán los pasos recomendados para realizar el ablandamiento.
a. Tome los sobres de los ejemplares recolectados y cerciórese que cada sobre posea los datos de procedencia o tengan el respectivo código del recolector.
b. Seleccione un recipiente hermético adecuado según la cantidad y tamaño de los ejemplares que van a ser hidratados.
c. Introduzca en el recipiente un papel o paño absorbente y humedezca con agua de grifo suficientemente, pero sin exceso, es decir que no se haga una laguna en el recipiente y agregue cerca de 1 cc de alcohol al 70% para evitar que se produzcan hongos y el material se pueda dañar.
d. Se recomienda colocar en la base del recipiente una malla para evitar el contacto directo del papel o paño con el sobre de papel que contiene la mariposa.
e. Deje durante 24 a 48 horas máximo el ejemplar para que se hidrate, hasta que adquiera la soltura suficiente, como si estuviese recién recolectado.
2.7.3. Preservación en líquido
Según Márquez 2005, para preservar los órganos genitales después de su extracción, se deben guardar en micro vial de polietileno o de vidrio, de 4 mm de diámetro (2.5 mm x 10 mm) en su interior se deposita glicerina, este micro vial debe tener un número de disección
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del órgano genital, el cual debe corresponder con una copia de esta etiqueta que debe tener el ejemplar del cual se extrae. Se pueden archivar de dos formas: adjuntar el micro vial al ejemplar o almacenar varios en un frasco de mayor tamaño, el cual es saturado con alcohol al 70%, este recipiente debe ser rotulado para una mejor ubicación de las muestras.
Es necesario que se revisen periódicamente los frascos, con el fin de reponer el alcohol evaporado o cambiarlo, según sea necesario. Se recomienda destinar un lugar fresco, oscuro y seco para la ubicación de las muestras y así, evitar su deterioro (Márquez 2005).
2.8. TÉCNICAS DE MONTAJE
Según Andrade et al.2013, antes de iniciar el montaje se recomienda realizar un masaje en los músculos alares previamente a la extensión alar, este masaje se realiza ejerciendo una presión digital suavemente en el tórax del ejemplar y con ayuda de pinzas entomológicas presionando el borde costal de las alas anteriores con movimientos suaves tanto de apertura como de extensión alar. a. Después de tener el ejemplar relajado, proceda a su montaje en una base de madera de balso o de poliestireno expandido o icopor (Figura 14), de la siguiente manera: Abra las alas con ayuda de pinza entomológica de punta plana y sin estrías, inserte el alfiler entomológico N° 1 o 2 en el centro del mesotórax, (según desee extender el ejemplar, es decir ventral o dorsalmente). Mediante ayuda de una tira de papel milano o plástico delgado sujete las alas del ejemplar a la superficie de la tabla de extensión.
Con ayuda de pinzas de punta plana o alfileres entomológicos suba o baje según sea el caso, las alas anteriores, posicionando el borde inferior en ángulo de 900 respecto al cuerpo del ejemplar, ancle con alfileres la tira de papel bordeando la superficie del ala (no rompa el ala) y termine de posicionar las alas posteriores con un ángulo de abertura de 150 o 200. De igual manera realice este procedimiento con ayuda de alfileres para sujetar el ala, pero no rompa
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la membrana alar, tenga cuidado de solo utilizar la inserción de los alfileres alrededor de los bordes alares para presionar.
Figura 14. Extensor de alas. Fuente: Mantilla 2014
Los ejemplares deben quedar en lugares frescos y con poca luz durante mínimo cuatro o cinco días y según las condiciones ambientales, es decir si los días son muy lluviosos es preferible dejarlos más tiempo.
2.8.1. Caja tipo Cornell
La caja en donde se deposita el ejemplar en una colección tiene una medida estándar
(48.3 x 42 x 7.7 cm) elaborada en madera con tapa de vidrio para ver el interior. En su interior se coloca una lámina de espuma elaborada con base en un polímero termoplástico conformado por etileno vinil acetato de color blanco con un espesor de 1 cm. La caja en su exterior debe llevar varios rótulos o etiquetas que contengan información sobre el orden, familia, subfamilia, tribu, género, especie y subespecie, dependiendo del caso. Se recomienda que la caja sea elaborada en una madera no demasiado delgada o extra gruesa, y debe estar
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barnizada con laca transparente. Estas cajas, con los ejemplares de mariposas se encuentran en muebles compactos con cierre hermético, este tipo de muebles sirven para ahorrar espacio ya que mientras no está en uso la colección se mantienen cerrados sus módulos (Andrade et al.2013).
Figura 15. Caja tipo Cornel. Fuente: Tello y Moncada, 2005
2.9. PROCEDIMIENTOS PARA IDENTIFICACIÓN TAXONÓMICA DE LEPIDÓPTEROS
2.9.1. Identificación de especies
Los procesos de identificación de especies pueden ser una tarea de paciencia y mucho trabajo, especialmente en especies raras o poco abundantes, o de grupos taxonómicos poco conocidos donde el trabajo taxonómico es aún incipiente y faltan especialistas junto con literatura asociada. Los caracteres taxonómicos más empleados para la identificación de especies son los patrones de coloración, la forma alar, las bandas y algunas estructuras especiales como palpos, patas y órganos genitales (Andrade et al.2013).
En algunos casos es necesario realizar comparaciones con descripciones originales que pueden muy dispendiosas y tomar mucho tiempo. Actualmente cada grupo taxonómico presenta literatura especializada, listas de chequeo y especialistas, por lo cual, es recomendado después de realizar el proceso de identificación, determinar los ejemplares con dudas taxonómicas y ponerse en contacto con personal especializado. Actualmente se cuenta
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con la lista de chequeo para las mariposas neotropicales de Lamas, 2004 y la lista ilustrada de mariposas de las Américas de Warren et al., 2013, ayudas invaluables en los procesos de identificación y corroboración taxonómica de las especies (Andrade et al.2013).
2.9.1.1. Técnica de preparación de órganos genitales.
En los procesos de identificación taxonómica de muchas especies y subespecies de mariposas, es necesario realizar la disección de los órganos genitales con el fin de corroborar o tener certeza en la identificación, esta disección se realiza retirando el abdomen del ejemplar con ayuda de unas tijeras de punta fina y sumergiéndolo en una solución de KOH al 10%, se deja actuar esta solución por cerca de 24 horas, o también se puede colocar el abdomen en un vial de vidrio con KOH al 10% y dejarlo al baño de María por 15 minutos con el agua en ebullición. Una vez realizado cualquiera de los pasos anteriores se puede dar inicio a la respectiva disección bajo un estereoscopio de investigación. (Andrade et al.2013).
Coloque el abdomen en una placa petri con alcohol al 70% y con la ayuda de un pincel de punta fina, limpie las escamas que están en el abdomen, hasta que quede completamente limpio, en seguida cambie el alcohol y con dos agujas finas de disección inicie a romper el abdomen por un lado hasta que encuentre el órgano genital, hay que tener mucho cuidado, debido a que las estructuras pueden estar muy adheridas a las membranas o las estructuras están muy duras y esclerosadas y por ende son muy delicadas. Una vez extraídas totalmente, es necesario neutralizar con ácido acético y enjuagar con agua destilada para evitar la transparentación total y pérdida de estas estructuras en el futuro. (Andrade et al.2013).
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CAPÍTULO III
MATERIALES Y MÉTODOS
3.1. CARACTERIZACIÓN DEL AMBITO DE INVESTIGACIÓN
3.1.1. UBICACION
Este trabajo de investigación se llevó a cabo en Arequipa la cual costa de 21 distritos de los cuales 15 distritos cuentan con áreas agrícolas o también conocidos como campiña, explícitamente la investigación se llevó a cabo en los distritos de Arequipa-Cercado, Cayma,
Characato, Chiguata, Jacobo Hunter, José Luis Bustamante y Rivero, Mollebaya, Paucarpata,
Quequeña, Sabandía, Sachaca, Tiabaya, Socabaya, Uchumayo y Yura.
3.1.1.1. Ubicación Política
Región: Arequipa
Provincia: Arequipa
Distritos: Arequipa – Campiña
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3.1.1.2. Ubicación Geográfica de los distritos de Arequipa Metropolitana
Tabla 4. Ubicación Geográfica de los distritos de Arequipa Metropolitana donde se realizó la investigación.
Zona de muestreo Ubicación geográfica Latitud Sur Longitud Oeste Altitud Arequipa - Cercado 16° 24′ 7″ 71° 32′ 20″ 2337 m s. n. m. Cayma 16° 22′ 53.5″ 71° 32′ 44.02″ 2403 m s. n. m. Characato 16° 29′ 36.24″ 71° 29′ 34.4″ 2459 m s. n. m. Chiguata 16° 24′ 0″ 71° 24′ 0″ 2946 m s. n. m. Jacobo Hunter 16° 19′ 40″ 71° 35′ 45″ 2302 m s. n. m. José Luis Bustamante y Rivero 16° 25′ 35.58″ 71° 31′ 26.14″ 2363 m s. n. m. Mollebaya 16° 28′ 59″ 71° 27′ 0″ 2505 m s. n. m. Paucarpata 16° 24′ 28.01″ 71° 39′ 47.25″ 2410 m s. n. m. Quequeña 16° 33′ 29″ 71° 27′ 4″ 2536 m s. n. m. Sabandía 16° 28′ 1″ 71° 30′ 0″ 2399 m s. n. m. Sachaca 16° 25′ 30″ 71° 33′ 58″ 2240 m s. n. m Socabaya 16° 28′ 12″ 71° 32′ 24″ 2287 m s. n. m. Tiabaya 16° 25′ 32″ 71° 33′ 46″ 2173 m s. n. m. Uchumayo 16° 24′ 55″ 71° 39′ 49″ 1973 m s. n. m. Yura 16° 15′ 4″ 71° 40′ 52″ 2529 m s. n. m. Fuente: GeoHack 2018.
3.1.2. VEGETACIÓN
La vegetación en la campiña de Arequipa en su mayor parte está compuesta por la siembra de hortalizas (Acelga, Ajo, Apio, Betarraga, Brócoli, Calabaza, Cebolla, Col o
Repollo, Coliflor, Espinaca, Lechuga, Nabo, Papa, Poro, Rábano, Zanahoria Y Zapallo), leguminosas (Arveja, Alfalfa y Haba), gramíneas (Maíz amiláceo, Maíz chala, Maíz morado y Cebada forrajera) y una pequeña parte de árboles frutales (Guayabo, Higuera, Manzano,
Palto y Peral). (Gerencia Regional Agricultura, 2012-2013).
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3.1.3. CLIMA
El clima de Arequipa es generalmente templado y seco, gusta a muchos ya que no llega a tener inviernos muy fríos ni veranos fuertes de puro calor, la temperatura normalmente no sube sobre 25 grados centígrados y también es raro que baje de los 10 grados centígrados.
La humedad promedio es de 46%, en verano puede llegar hasta un 70% y en las demás estaciones como invierno, otoño y primavera llega a un mínimo de 27%. Por otra parte, la
época de lluvias suelen ser entre los meses de enero y marzo las cuales no son exageradas calificadas como totalmente soportables.
Tabla 5. Parámetros climáticos promedio de Arequipa durante el desarrollo del trabajo experimental entre los meses de julio - diciembre del 2018.
Parámetros climáticos promedio de Arequipa Mes Julio Agosto Septiembre Octubre Noviembre Diciembre Temperatura 21 21.8 22.4 22.1 22.8 23.2 Máxima (°C) Temperatura 5.2 7 6.2 6.4 6.6 7.6 Mínima (°C) Humedad 41.06 36.21 35.68 36.09 42.48 46.88 relativa (%) Fuente: Estación meteorológica “La pampilla” SENAMHI, 2018
3.2. MATERIALES
3.2.1. Material de escritorio.
Libreta de apuntes.
Computadora.
Lapiceros o Lápiz.
Regla.
Calculadora.
Cámara fotográfica.
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3.2.2. Material de laboratorio.
Lupa de aumento de 10 x 20 x.
Microscopio o estereoscopio.
Placas petri
Estilete de punta fina.
Bisturís
Pinzas.
Extensor de alas.
Pincel.
Alfiler
3.2.3. Material biológico.
Muestras de polillas en fase adulta
3.2.4. Material Químico.
Alcohol al 70%.
Cianuro de potasio (Frasco letal)
KOH al 10%,
3.2.5. Material diverso.
Esmalte trasparente.
Plancha de Tecnopor.
Alambre
Cámara fotográfica
Caja entomológica.
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Frasquitos de tapa hermética.
3.2.6. Material de captura con red entomológica
Red entomológica
Sobre de papel celofán transparente.
3.2.7. Material de captura de trampa de luz
Taper
Trampa de luz
Caja trampa
3.3. METODOLOGÍA
Para el desarrollo de la investigación se desarrollaron en dos etapas, la primera consiste en la etapa de captura de adultos, en la cual se utilizaron dos formas de captura; la captura mediante red entomológica y la captura con trampas de luz y la segundo etapa consiste en la identificación de las especies de Noctuidos, realizando la comparación de caracteres morfológicos externos y la identificación por la genitalia. En esta sección se presenta una descripción de cada una de las etapas.
3.3.1. PRIMERA ETAPA CAPTURA DE ADULTOS
3.3.1.1. RED ENTOMOLÓGICA.
Es uno de los principales instrumentos para la captura de insectos voladores. Está formada por un aro metálico al que va adherido un tul de forma cónica, sostenido por una vara de metal, que da soporte a todo el instrumento.
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Las capturas mediante la red entomológica se realizaron durante las mañanas en el horario de 7:00 a 10:00 AM, en la semana se realizó 3 colectas durante 4 semanas por cada mes trascurrido.
3.3.1.1.1. Procedimiento en campo
En primer lugar, se localizó un área para colectar, en la cual la captura se realizó en los bordes y en la parte central de los cultivos, con la red entomológica.
Se realizaron movimientos de vaivén por encima del cultivo para atrapar polillas en vuelo y descanso, una vez que se atraparon, se colocaron dentro del frasco letal donde se dio muerte a la polilla.
Luego de darle muerte a las polillas se introdujeron, con las alas cerradas hacia arriba, dentro de un sobre de papel celofán transparente; posteriormente los sobres con las polillas se guardaron en un recipiente hermético.
3.3.1.1.2 Procedimiento en laboratorio
En el laboratorio, se colocaron los sobres separados sobre una mesa, durante 6 a 8 horas aproximadamente, con el fin de que las polillas pierdan humedad, evitando de esta la formación de hongos.
Posteriormente las polillas se montaron para facilitar su identificación, para el montaje se requirió alfileres, plancha de tecnopor, extensor de alas y pinzas.
Se tomó a la polilla con una pinza de punta plana y se sujetó con éstas por la parte superior de las alas; se insertó un alfiler en el centro del dorso del tórax y atravesó a la polilla hasta dejar libre un espacio de 1 cm entre la cabeza del alfiler y el tórax, luego se clavó la polilla en la hendidura del extensor de alas dejando el cuerpo dentro y paralelo a esta.
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Ya estando la polilla en el extensor de alas se procedió a el estiramiento y planchado de las alas con la ayuda de tiras de papel celofán, en una progresión de atrás hacia delante, primero se fijaron las alas posteriores y luego las anteriores, y se sujetaron con alfileres, para que no se muevan las alas.
Luego se dejaron a las polillas por 3 días en un sitio con sombra, pasando los 3 días se retiraron los alfileres (excepto el alfiler que atravesó a la polilla), se levantaron las tiras de papel y se retiraron las polillas del extensor de alas.
3.3.1.2. TRAMPA DE LUZ
Consiste en un dispositivo que cuenta con un foco, que al encenderse atrae a las mariposas de hábito crepuscular y nocturno, una estructura con paletas en las que chocan, un embudo donde caen y un canasto que las colecta.
La colecta mediante la trampa de luz, se consideró en realizar una colecta durante la semana, por el transcurso de 5 meses en los horarios de 5:30 a 11:00 PM.
3.3.1.2.1. Procedimiento en campo
Las trampas fueron colocadas sobre soportes a una altura de aproximadamente 1.80 cm del suelo para evitar que las plantas entren en contacto con la trampa. Como atrayente se utilizó un foco de luz recargable de la marca AKUSTIC AK-8545 de 15 w, el cual tiene una duración de 6 horas. El sistema de captura de los insectos está formado por superficie de impacto y un recipiente donde caen los insectos llamado canastilla.
Las instalaciones de las trampas se realizaron una noche antes de la colecta de las de polillas, en el día de la instalación se dejaron las trampas ya con los focos prendidos para poder atraerlas.
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Se colocaron 10 trampas por cada zona, la hora del prendido del foco se realizó durante el horario de las 5:30 PM y la recolección de las polillas se realizó durante la mañana del día siguiente aproximadamente a las:.30 AM.
En el momento de la recolección de las polillas se procedió a retirar la canastilla ya con las especies de polillas atrapadas, con el fin de poder darles muerte en el frasco letal.
3.3.1.2.2. Procedimiento en laboratorio
Las muestras de polillas atrapadas en las trampas de luz fueron sacadas de los taper, para que las polillas pierdan humedad, esto se realizó sobre una mesa con papel absorbente en un periodo de 6 a 8 horas y así poder manipularlas con el fin de poder montarlas.
Ya estando las polillas montadas se dejará por un tiempo determinado de 3 días en un sitio seco y sombreado.
3.3.2. SEGUNDA ETAPA MÉTODO DE IDENTIFICACIÓN DE LAS ESPECIES DE NOCTUIDOS
La identificación de los especímenes colectados se realizó en el laboratorio de entomología de la Facultad de Agronomía de la Universidad Nacional de San Agustín, mediante el uso de claves taxonómicas, reportes de investigaciones de la revista
Entomológica Peruana, Annotated check list of the Noctuoidea (Insecta, Lepidoptera) of
North America north of Mexico (Lista de verificación anotada de la Noctuoidea (Insecta,
Lepidoptera) de América del Norte al norte de México). J. Donald Lafontaine, B. Christian
Schmidt. y Lista MONA (Franclemont y Todd 1983), Moth Photographers Group at the
Mississippi Entomological Museum at the Mississippi State University (Grupo de fotógrafos de polillas en el Museo Entomológico de Mississippi en la Universidad Estatal de
Mississippi). Artículos, Tesis, Publicaciones correspondientes al Neotrópico.
41
3.3.2.1. Identificación por caracteres morfológicos externos
Se realizó la identificación de los adultos por medio de las figuras, dibujos, estructuras u ornamentaciones que poseen en las alas anteriores y posteriores de los Noctuidos.
Una vez identificados los adultos mediante su morfología externa, se seleccionaron los ejemplares que estuvieran mejor conservados, de forma que mostraran más claramente los caracteres morfológicos identificativos de las especies en sus dibujos u ornamentaciones alares.
Por último, se guardaron en una caja entomológica de colección.
3.3.2.2. Identificación por la genitalia
En primer lugar, se tuvo que diseccionar el abdomen de los adultos e introducirlos en una disolución de KOH al 10% en frio durante un día aproximadamente, se consiguió digerir toda la parte no quitinizada de la genitalia del adulto.
Después se lava el abdomen digerido en agua destilada para eliminar el hidróxido potásico residual, se depositó sobre una placa Petri y valiéndome de un par de pinzas y estiletes y un microscopio, se extrajo la genitalia.
Una vez definido el sexo, se limpió las escamas, los cuerpos grasos y se aclaró la genitalia en agua destilada, con la ayuda de un pincel.
Para la conservación de las genitalias se introdujo en un frasquito de tapa hermética con alcohol al 70% para su preservación.
La identificación de la especie de Noctuidos, macho y hembra, se realizó por la genitalia
A continuación, se etiqueto las preservaciones de las genitalias, anotando el nombre de la especie y sexo.
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3.4. CROQUIS
Figura 16. Mapa de ubicación geográfica del área de estudio
Fuente: Elaboración propia.
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CAPÍTULO IV
RESULTADOS Y DISCUSIÓN
4.1. CANTIDAD DE LEPIDÓPTERA NOCTUIDAE COLECTADOS EN LA CAMPIÑA DE AREQUIPA.
En los puntos de muestreo donde se desarrolló las colectas de los Noctuidos, se colectaron en total mil veinticinco especímenes, siendo Agrotis ipsilon la especie con mayor abundancia, obteniendo setenta y uno especímenes y por otra parte la especie con menor abundancia es Noctuidae sp 20 con tan solo seis especímenes.
La zona con más especies registradas durante la investigación es el distrito de
Characato con doscientos doce especímenes y las zonas que registraron menos especímenes son los distritos de Jacobo Huntercon catorcey José Luis Bustamante y Rivero con cero especímenes.
En cuanto a la evaluación durante los meses de Julio, agosto, septiembre, octubre, noviembre y diciembre, se pudo observar vuelos de Noctuidos durante las noches, siendo estos los meses más indicados para realizar colectas ya sea por las épocas de invierno y primavera o factores climáticos y ambientales.
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4.1.1. CUADROS DEL TOTAL DE CAPTURA DE ADULTOS DE NOCTUIDOS, EN LAS DISTINTAS ZONAS DE LA CAMPIÑA DE AREQUIPA.
A continuación, se presenta los cuadros con las cantidades de capturas realizadas durante el proceso de la investigación, con la utilización de la red entomológica y las trampas de luz.
4.1.1.1. Spodoptera eridania (Cramer, 1784)
El total de Noctuidos capturados entre las colectas de la red entomológica y las trampas de luz de las zonas de Characato, Cayma y Tiabaya es de un total de sesenta y uno especímenes de adultos de Spodoptera eridania. Teniendo a la zona de Characato con veintiséis adultos, seguido por la zona de Cayma con veintiuno adultos y finalmente la zona de Tiabaya con catorce adultos (Cuadro 1,2 y 3).
Cuadro 1. Cantidad de captura de la zona de Characato ZONA DE CAPTURA CHARACATO Meses Julio Agosto Septiembre Octubre Noviembre Diciembre Red entomológica 2 3 1 4 2 2 Trampa de luz 2 2 3 6 7 2 Total de capturas 4 5 4 10 9 4 Total, de especímenes capturados, durante la investigación son de 26 adultos.
Cuadro 2. Cantidad de captura de la zona de Cayma ZONA DE CAPTURA CAYMA Meses Julio Agosto Septiembre Octubre Noviembre Diciembre Red entomológica 0 0 2 2 3 0 Trampa de luz 2 3 3 1 3 2 Total de capturas 2 3 5 3 6 2 Total, de especímenes capturados, durante la investigación son de 21 adultos.
Cuadro 3. Cantidad de captura de la zona de Tiabaya ZONA DE CAPTURA TIABAYA Meses Julio Agosto Septiembre Octubre Noviembre Diciembre Red entomológica 0 2 1 1 1 0 Trampa de luz 0 1 2 2 3 1 Total de capturas 0 3 3 3 4 1 Total, de especímenes capturados, durante la investigación son de 14 adultos.
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Se demuestra que la mayor captura de adultos se dio en la zona de Characato, en el mes de Octubre con diez especímenes, mientras que en la zona de Tiabaya se presenta con menor número en los meses de Julio y Agosto, sin ninguna captura.
4.1.1.2. Spodoptera frugiperda (J.E. Smith, 1797)
El total de Noctuidos capturados entre las colectas de la red entomológica y las trampas de luz de las zonas de Sabandia, Characato, Socabaya y Paucarpata es de un total de sesenta y nueve especímenes de adultos de Spodoptera frugiperda. Teniendo a la zona de
Sabandia con veintisiete adultos, seguido por la zona de Characato con dieciocho adultos,
Socabaya con quince adultos y finalmente la zona de Paucarpata con nueve adultos (Cuadro
4, 5,6 y 7).
Cuadro 4. Cantidad de captura de la zona de Sabandia ZONA DE CAPTURA SABANDIA Meses Julio Agosto Septiembre Octubre Noviembre Diciembre Red entomológica 0 2 3 2 3 2 Trampa de luz 1 3 5 3 1 2 Total de capturas 1 5 8 5 4 4 Total de especímenes capturados, durante la investigación son de 27 adultos.
Cuadro 5. Cantidad de captura de la zona de Characato ZONA DE CAPTURA CHARACATO Meses Julio Agosto Septiembre Octubre Noviembre Diciembre Red entomológica 0 0 2 3 4 1 Trampa de luz 0 1 2 2 1 2 Total de capturas 0 1 4 5 5 3 Total de especímenes capturados, durante la investigación son de 18 adultos.
Cuadro 6. Cantidad de captura de la zona de Socabaya ZONA DE CAPTURA SOCABAYA Meses Julio Agosto Septiembre Octubre Noviembre Diciembre Red entomológica 0 0 1 2 2 1 Trampa de luz 1 1 2 2 2 1 Total de capturas 1 1 3 4 4 2 Total de especímenes capturados, durante la investigación son de 15 adultos.
Cuadro 7. Cantidad de captura de la zona de Paucarpata ZONA DE CAPTURA PAUCARPATA Meses Julio Agosto Septiembre Octubre Noviembre Diciembre Red entomológica 1 0 1 1 1 1 Trampa de luz 0 1 2 1 0 0 Total de capturas 1 1 3 2 1 1
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Total de especímenes capturados, durante la investigación son de 9 adultos.
Se demuestra que la mayor captura de adultos se dio en la zona de Sabandia, en el mes de Septiembre con ocho especímenes, mientras que en la zona de Paucarpata se presenta con menor número en los meses de Julio, sin ninguna captura.
4.1.1.3. Agrotis ípsilon (Hufnagel, 1766)
El total de Noctuidos capturados entre las colectas de la red entomológica y las trampas de luz de las zonas de Cayma, Uchumayo, Tiabaya y Characato es de un total de setenta y uno especímenes de adultos de Agrotis ípsilon. Teniendo a la zona de Cayma con treinta adultos, seguido por la zona de Uchumayo con diecinueve adultos, Tiabaya con doce adultos y finalmente la zona de Characato con diez adultos (Cuadro 8, 9,10 y 11).
Cuadro 8. Cantidad de captura de la zona de Cayma ZONA DE CAPTURA CAYMA Meses Julio Agosto Septiembre Octubre Noviembre Diciembre Red entomológica 0 2 4 3 3 1 Trampa de luz 1 3 5 5 1 2 Total de capturas 1 5 9 8 4 3 Total de especímenes capturados, durante la investigación son de 30 adultos.
Cuadro 9. Cantidad de captura de la zona de Uchumayo ZONA DE CAPTURA UCHUMAYO Meses Julio Agosto Septiembre Octubre Noviembre Diciembre Red entomológica 0 1 1 4 2 2 Trampa de luz 0 1 1 2 3 2 Total de capturas 0 2 2 6 5 4 Total de especímenes capturados, durante la investigación son de 19 adultos.
Cuadro 10. Cantidad de captura de la zona de Tiabaya ZONA DE CAPTURA TIABAYA Meses Julio Agosto Septiembre Octubre Noviembre Diciembre Red entomológica 0 1 1 1 2 1 Trampa de luz 1 0 1 2 1 1 Total de capturas 1 1 2 3 3 2 Total de especímenes capturados, durante la investigación son de 12 adultos.
Cuadro 11. Cantidad de captura de la zona de Characato ZONA DE CAPTURA CHARACATO Meses Julio Agosto Septiembre Octubre Noviembre Diciembre Red entomológica 0 0 1 1 1 2 Trampa de luz 0 0 2 2 1 0 Total de capturas 0 0 3 3 2 2
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Total de especímenes capturados, durante la investigación son de 10 adultos.
Se demuestra que la mayor captura de adultos se dio en la zona de Cayma, en el mes de Septiembre con 9 especímenes, mientras que en la zona de Characato se presenta sin ninguna captura en los meses de Julio y Agosto.
4.1.1.4. Agrotis experta (Walker, 1869)
El total de Noctuidos capturados entre las colectas de la red entomológica y las trampas de luz de las zonas de Yura, Sabandia y Characato es de un total de treinta y cinco especímenes de adultos de Agrotis experta. Teniendo a la zona de Yura con dieciocho adultos, seguido por la zona de Sabandia con diez adultos y la zona de Characato con siete adultos (Cuadro 12, 13 y 14).
Cuadro 12. Cantidad de captura de la zona de Yura ZONA DE CAPTURA YURA Meses Julio Agosto Septiembre Octubre Noviembre Diciembre Red entomológica 0 0 2 2 2 1 Trampa de luz 0 1 2 5 2 1 Total de capturas 0 1 4 7 4 2 Total de especímenes capturados, durante la investigación son de 18 adultos. Cuadro 13. Cantidad de captura de la zona de Sabandia ZONA DE CAPTURA SABANDIA Meses Julio Agosto Septiembre Octubre Noviembre Diciembre Red entomológica 0 0 1 1 1 1 Trampa de luz 0 0 2 2 2 0 Total de capturas 0 0 3 3 3 1 Total de especímenes capturados, durante la investigación son de 10 adultos.
Cuadro 14. Cantidad de captura de la zona de Characato ZONA DE CAPTURA CHARACATO Meses Julio Agosto Septiembre Octubre Noviembre Diciembre Red entomológica 0 0 0 0 1 0 Trampa de luz 0 0 2 1 1 1 Total de capturas 0 0 2 2 2 1 Total de especímenes capturados, durante la investigación son de 7 adultos.
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Se demuestra que la mayor captura de adultos se dio en la zona de Yura, en el mes de
Octubre con siete especímenes, mientras que en la zona de Characato se presenta sin ninguna captura en los meses de Julio y Agosto.
4.1.1.5. Agrotis malefida Guenée, 1852
El total de Noctuidos capturados entre las colectas de la red entomológica y las trampas de luz de las zonas de Uchumayo y Characato es de un total de sesenta y cuatro especímenes de adultos de Agrotis ípsilon. Teniendo a la zona de Uchumayo con cuarenta adultos y la zona de Characato con veinticuatro adultos (Cuadro 15 y 16).
Cuadro 15. Cantidad de captura de la zona de Uchumayo ZONA DE CAPTURA UCHUMAYO Meses Julio Agosto Septiembre Octubre Noviembre Diciembre Red entomológica 2 1 5 4 3 3 Trampa de luz 1 4 8 5 2 2 Total de capturas 3 5 13 9 5 5 Total de especímenes capturados, durante la investigación son de 40 adultos.
Cuadro 16. Cantidad de captura de la zona de Characato ZONA DE CAPTURA CHARACATO Meses Julio Agosto Septiembre Octubre Noviembre Diciembre Red entomológica 0 0 3 3 2 1 Trampa de luz 1 2 6 2 2 2 Total de capturas 1 2 9 5 4 3 Total de especímenes capturados, durante la investigación son de 24 adultos.
Se demuestra que la mayor captura de adultos se dio en la zona de Uchumayo, en el mes de Septiembre con trece especímenes, mientras que en la zona de Characato se presenta con menor número en el mes de Julio, con una sola captura.
4.1.1.6. Agrotis sp
El total de Noctuidos capturados entre las colectas de la red entomológica y las trampas de luz de las zonas de Uchumayo y Characato es de un total de veintisiete
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especímenes de adultos de Agrotis sp. Teniendo a la zona de Uchumayo con dieciséis adultos y finalmente la zona de Characato con once adultos (Cuadro 17 y18).
Cuadro 17. Cantidad de captura de la zona de Uchumayo ZONA DE CAPTURA UCHUMAYO Meses Julio Agosto Septiembre Octubre Noviembre Diciembre Red entomológica 1 1 2 1 1 1 Trampa de luz 0 1 2 2 2 2 Total de capturas 1 2 4 3 3 3 Total de especímenes capturados, durante la investigación son de 16 adultos.
Cuadro18. Cantidad de captura de la zona de Characato ZONA DE CAPTURA CHARACATO Meses Julio Agosto Septiembre Octubre Noviembre Diciembre Red entomológica 0 0 1 0 1 1 Trampa de luz 0 2 2 2 1 1 Total de capturas 0 2 3 2 2 2 Total de especímenes capturados, durante la investigación son de 11 adultos.
En la gráfica 8 se demuestra que la mayor captura de adultos se dio en la zona de
Uchumayo, en el mes de Septiembre con 4 especímenes, mientras que en la zona de
Characato se presenta una captura de adultos con menor número en el mes de Julio, sin ninguna captura.
4.1.1.7. Feltia subterránea (Fabricius, 1794)
El total de Noctuidos capturados entre las colectas de la red entomológica y las trampas de luz de las zonas de Uchumayo, Sachaca y Paucarpata es de un total de cuarenta y uno especímenes de adultos de Feltia subterranea. Teniendo a la zona de Uchumayo con veintitrés adultos, seguido por la zona de Sachaca con once adultos y la zona de Paucarpata con siete adultos (Cuadro 19, 20 y 21).
Cuadro 19. Cantidad de captura de la zona de Uchumayo ZONA DE CAPTURA UCHUMAYO Meses Julio Agosto Septiembre Octubre Noviembre Diciembre Red entomológica 1 4 4 1 0 0 Trampa de luz 2 4 2 2 2 1 Total de capturas 3 8 6 3 2 1 Total de especímenes capturados, durante la investigación son de 23 adultos.
Cuadro 20. Cantidad de captura de la zona de Sachaca
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ZONA DE CAPTURA SACHACA Meses Julio Agosto Septiembre Octubre Noviembre Diciembre Red entomológica 0 2 1 0 1 1 Trampa de luz 1 1 2 1 1 0 Total de capturas 1 3 3 1 2 1 Total de especímenes capturados, durante la investigación son de 11 adultos.
Cuadro 21. Cantidad de captura de la zona de Paucarpata ZONA DE CAPTURA PAUCARPATA Meses Julio Agosto Septiembre Octubre Noviembre Diciembre Red entomológica 0 1 1 0 0 0 Trampa de luz 1 1 1 1 1 0 Total de capturas 1 2 2 1 1 0 Total de especímenes capturados, durante la investigación son de 7 adultos.
Se demuestra que la mayor captura de adultos se dio en la zona de Uchumayo, en el mes de Agosto con 8 especímenes, mientras que en la zona de Paucarpata se presenta con menor número en el mes de Diciembre, sin ninguna captura.
4.1.1.8. Peridroma saucia (Hübner, [1808])
El total de Noctuidos capturados entre las colectas de la red entomológica y las trampas de luz de las zonas de Tiabaya y Paucarpata es de un total de treinta y seis especímenes de adultos de Peridroma saucia. Teniendo a la zona de Paucarpata con veintiuno adultos y la zona de Quequeña con quince adultos (Cuadro 22 y 23).
Cuadro 22. Cantidad de captura de la zona de Tiabaya ZONA DE CAPTURA TIABAYA Meses Julio Agosto Septiembre Octubre Noviembre Diciembre Red entomológica 0 0 1 4 4 1 Trampa de luz 0 0 2 5 2 2 Total de capturas 0 0 3 9 6 3 Total de especímenes capturados, durante la investigación son de 21 adultos.
Cuadro 23. Cantidad de captura de la zona de Paucarpata ZONA DE CAPTURA PAUCARPATA Meses Julio Agosto Septiembre Octubre Noviembre Diciembre Red entomológica 0 0 1 1 4 4 Trampa de luz 0 0 2 3 0 0 Total de capturas 0 0 3 4 4 4 Total de especímenes capturados, durante la investigación son de 15 adultos.
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Se demuestra que la mayor captura de adultos se dio en la zona de Tiabaya, en el mes de Octubre con nueve especímenes, mientras que en la zona de Paucarpata se presenta con menor número en los meses de Julio y Agosto, sin ninguna captura.
4.1.1.9. Autoplusia gammoides Blanchard, 1852
El total de Noctuidos capturados entre las colectas de la red entomológica y las trampas de luz de las zonas de Uchumayo y Yura es de un total de doce especímenes de adultos de Autoplusia gammoides. Teniendo a la zona de Uchumayo con siete adultos y finalmente la zona de Yura con cinco adultos (Cuadro 24 y 25).
Cuadro 24. Cantidad de captura de la zona de Uchumayo ZONA DE CAPTURA UCHUMAYO Meses Julio Agosto Septiembre Octubre Noviembre Diciembre Red entomológica 0 0 2 1 0 0 Trampa de luz 0 0 1 2 0 0 Total de capturas 0 0 4 3 0 0 Total de especímenes capturados, durante la investigación son de 7 adultos.
Cuadro 25. Cantidad de captura de la zona de Yura ZONA DE CAPTURA YURA Meses Julio Agosto Septiembre Octubre Noviembre Diciembre Red entomológica 0 0 1 0 0 0 Trampa de luz 0 0 2 2 0 0 Total de capturas 0 0 3 2 0 0 Total de especímenes capturados, durante la investigación son de 5 adultos.
Se demuestra que la mayor captura de adultos se dio en la zona de Uchumayo, en el mes de Septiembre con cuatro especímenes, mientras que en la zona de Yura se presenta con menor número en los meses de Julio, Agosto, Noviembre y Diciembre, sin ninguna captura.
4.1.1.10. Chrysodeixis includens (Walker, [1858])
El total de Noctuidos capturados entre las colectas de la red entomológica y las trampas de luz de las zonas de Uchumayo, Tiabaya y Characato es de un total de treinta y siete especímenes de adultos de Chrysodeixis includens. Teniendo a la zona de Uchumayo
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con veintiuno adultos, Tiabaya con nueve adultos y la zona de Characato con siete adultos
(Cuadro 26, 27, y 28).
Cuadro 26. Cantidad de captura de la zona de Uchumayo ZONA DE CAPTURA UCHUMAYO Meses Julio Agosto Septiembre Octubre Noviembre Diciembre Red entomológica 0 1 4 4 2 0 Trampa de luz 0 1 4 2 3 0 Total de capturas 0 2 8 6 5 0 Total de especímenes capturados, durante la investigación son de 21 adultos.
Cuadro 27. Cantidad de captura de la zona de Tiabaya ZONA DE CAPTURA TIABAYA Meses Julio Agosto Septiembre Octubre Noviembre Diciembre Red entomológica 0 1 1 1 0 0 Trampa de luz 0 0 4 2 0 0 Total de capturas 0 1 5 3 0 0 Total de especímenes capturados, durante la investigación son de 9 adultos.
Cuadro 28. Cantidad de captura de la zona de Characato ZONA DE CAPTURA CHARACATO Meses Julio Agosto Septiembre Octubre Noviembre Diciembre Red entomológica 0 0 1 1 1 0 Trampa de luz 0 0 2 1 1 0 Total de capturas 0 0 3 2 2 0 Total de especímenes capturados, durante la investigación son de 7 adultos.
Se demuestra que la mayor captura de adultos se dio en la zona de Uchumayo, en el mes de Septiembre con ocho especímenes, mientras que en la zona de Characato se presenta con menor número en los meses de Julio, Agosto y Diciembre, sin ninguna captura.
4.1.1.11. Trichoplusia ni (Hübner, [1803])
El total de Noctuidos capturados entre las colectas de la red entomológica y las trampas de luz de las zonas de Cayma, Uchumayo, Tiabaya y Characato es de un total de cuarenta y ocho especímenes de adultos de Trichoplusia ni. Teniendo a la zona de Cayma con veinte adultos, seguido por la zona de Uchumayo con trece adultos, Tiabaya con ocho adultos y finalmente la zona de Characato con siete adultos (Cuadro 29, 30,31 y 32).
53
Cuadro 29. Cantidad de captura de la zona de Cayma ZONA DE CAPTURA CAYMA Meses Julio Agosto Septiembre Octubre Noviembre Diciembre Red entomológica 0 0 4 2 2 0 Trampa de luz 0 3 3 5 1 0 Total de capturas 0 3 7 7 3 0 Total de especímenes capturados, durante la investigación son de 20 adultos.
Cuadro 30. Cantidad de captura de la zona de Uchumayo ZONA DE CAPTURA UCHUMAYO Meses Julio Agosto Septiembre Octubre Noviembre Diciembre Red entomológica 0 1 1 2 2 0 Trampa de luz 0 1 4 2 0 0 Total de capturas 0 2 5 4 2 0 Total de especímenes capturados, durante la investigación son de 13 adultos.
Cuadro 31. Cantidad de captura de la zona de Tiabaya ZONA DE CAPTURA TIABAYA Meses Julio Agosto Septiembre Octubre Noviembre Diciembre Red entomológica 0 0 1 0 2 0 Trampa de luz 0 0 2 2 1 0 Total de capturas 0 0 3 2 3 0 Total de especímenes capturados, durante la investigación son de 8 adultos.
Cuadro 32. Cantidad de captura de la zona de Characato ZONA DE CAPTURA CHARACATO Meses Julio Agosto Septiembre Octubre Noviembre Diciembre Red entomológica 0 0 1 1 1 0 Trampa de luz 0 0 2 1 1 0 Total de capturas 0 0 3 2 2 0 Total de especímenes capturados, durante la investigación son de 7 adultos.
Se demuestra que la mayor captura de adultos se dio en la zona de Cayma, teniendo una igualdad en los meses de Septiembre y Octubre con siete especímenes, mientras que en la zona de Characato se presenta con menor número en los meses de Julio, Agosto y
Diciembre, sin ninguna captura.
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4.1.1.12. Helicoverpa zea (Boddie, 1850)
El total de Noctuidos capturados entre las colectas de la red entomológica y las trampas de luz de las zonas de Uchumayo, Tiabaya, Paucarpata y Characato es de un total de treinta y siete especímenes de adultos de Helicoverpa zea. Teniendo a la zona de
Uchumayo con dieciocho adultos, seguido por la zona de Tiabaya con ocho adultos,
Paucarpata con seis adultos y finalmente la zona de Characato con cinco adultos (Cuadro
33, 34, 35 y 36).
Cuadro 33. Cantidad de captura de la zona de Uchumayo ZONA DE CAPTURA UCHUMAYO Meses Julio Agosto Septiembre Octubre Noviembre Diciembre Red entomológica 0 0 4 2 2 0 Trampa de luz 0 2 5 2 1 0 Total de capturas 0 2 9 4 3 0 Total de especímenes capturados, durante la investigación son de 18 adultos.
Cuadro 34. Cantidad de captura de la zona de Tiabaya ZONA DE CAPTURA TIABAYA Meses Julio Agosto Septiembre Octubre Noviembre Diciembre Red entomológica 0 1 1 1 0 0 Trampa de luz 1 0 1 2 1 0 Total de capturas 1 1 2 3 1 0 Total de especímenes capturados, durante la investigación son de 8 especímenes.
Cuadro 35. Cantidad de captura de la zona de Paucarpata ZONA DE CAPTURA PAUCARPATA Meses Julio Agosto Septiembre Octubre Noviembre Diciembre Red entomológica 0 0 1 1 0 0 Trampa de luz 0 0 2 1 1 0 Total de capturas 0 0 3 2 1 0 Total de especímenes capturados, durante la investigación son de 6 adultos.
Cuadro 36. Cantidad de captura de la zona de Characato ZONA DE CAPTURA CHARACATO Meses Julio Agosto Septiembre Octubre Noviembre Diciembre Red entomológica 0 0 1 1 0 0 Trampa de luz 0 0 2 1 0 0 Total de capturas 0 0 3 2 0 0 Total de especímenes capturados, durante la investigación son de 5 adultos.
55
Se demuestra que la mayor captura de adultos se dio en la zona de Cayma, en el mes de Septiembre con nueve especímenes, mientras que en la zona de Characato se presenta con menor número en los meses de Julio, Agosto y Diciembre, sin ninguna captura.
4.1.1.13. Copitarsia corruda (Pogue y Simmons 2008)
El total de Noctuidos capturados entre las colectas de la red entomológica y las trampas de luz de las zonas de Sabandia y Characato es de un total de veintiocho especímenes de adultos de Copitarsia corruda. Teniendo a la zona de Sabandia con dieciséis adultos y la zona de Characato con doce adultos (Cuadro 37 y 38).
Cuadro 37. Cantidad de captura de la zona de Sabandia ZONA DE CAPTURA SABANDIA Meses Julio Agosto Septiembre Octubre Noviembre Diciembre Red entomológica 0 2 2 0 0 0 Trampa de luz 1 6 3 2 0 0 Total de capturas 1 8 5 2 0 0 Total de especímenes capturados, durante la investigación son de 16 adultos.
Cuadro 38. Cantidad de captura de la zona de Characato ZONA DE CAPTURA CHARACATO Meses Julio Agosto Septiembre Octubre Noviembre Diciembre Red entomológica 0 2 0 0 0 0 Trampa de luz 0 2 3 3 2 0 Total de capturas 0 4 3 3 2 0 Total de especímenes capturados, durante la investigación son de 12 adultos.
Se demuestra que la mayor captura de adultos se dio en la zona de Uchumayo, en el mes de Agosto con ocho especímenes, mientras que en la zona de Characato se presenta con menor número en los meses de Julio y Diciembre, sin ninguna captura.
4.1.1.14. Copitarsia decolora (Guenée, 1852)
El total de Noctuidos capturados entre las colectas de la red entomológica y las trampas de luz de las zonas de Uchumayo y Tiabaya es de un total de cuarenta especímenes
56
de adultos de Copitarsia decolora. Teniendo a la zona de Uchumayo con veinticinco adultos y la zona de Tiabaya con quince adultos (Cuadro 39 y 40).
Cuadro 39. Cantidad de captura de la zona de Uchumayo ZONA DE CAPTURA UCHUMAYO Meses Julio Agosto Septiembre Octubre Noviembre Diciembre Red entomológica 0 0 2 2 3 0 Trampa de luz 0 0 2 6 10 0 Total de capturas 0 0 4 8 13 0 Total de especímenes capturados, durante la investigación son de 25 adultos.
Cuadro 40. Cantidad de captura de la zona de Tiabaya ZONA DE CAPTURA TIABAYA Meses Julio Agosto Septiembre Octubre Noviembre Diciembre Red entomológica 0 0 2 3 2 0 Trampa de luz 0 0 0 2 6 0 Total de capturas 0 0 2 5 8 0 Total de especímenes capturados, durante la investigación son de 15 adultos. Se demuestra que la mayor captura de adultos se dio en la zona de Uchumayo, en el mes de noviembre con trece especímenes, mientras que en la zona de Characato se presenta con menor número en los meses de Julio, Agosto y Diciembre, sin ninguna captura.
4.1.1.15. Noctuidae sp 1
El total de Noctuidos capturados entre las colectas de la red entomológica y las trampas de luz de las zona de Sachaca es de un total de treinta y siete especímenes de adultos de Noctuidae sp 1 Cuadro 41).
Cuadro 41. Cantidad de captura de la zona de Sachaca ZONA DE CAPTURA SACHACA Meses Julio Agosto Septiembre Octubre Noviembre Diciembre Red entomológica 0 3 10 3 0 0 Trampa de luz 0 2 14 5 0 0 Total de capturas 0 5 24 8 0 0 Total de especímenes capturados, durante la investigación son de 37 adultos.
Se demuestra que la mayor captura de adultos se dio en la zona de Sachaca en el mes de Septiembre con veinticuatro especímenes, mientras que en los meses de Julio, Noviembre y Diciembre, no presentan ninguna captura.
57
4.1.1.16. Noctuidae sp 2
El total de Noctuidos capturados entre las colectas de la red entomológica y las trampas de luz de las zonas de Characato y Mollebaya es de un total de treinta y cuatro especímenes de adultos de Noctuidae sp 2. Teniendo a la zona de Characato con veinticuatro adultos y finalmente la zona de Mollebaya con diez adultos (Cuadro 42 y 43).
Cuadro 42. Cantidad de captura de la zona de Characato ZONA DE CAPTURA CHARACATO Meses Julio Agosto Septiembre Octubre Noviembre Diciembre Red entomológica 0 0 4 3 1 0 Trampa de luz 0 0 10 5 1 0 Total de capturas 0 0 14 8 2 0 Total de especímenes capturados, durante la investigación son de 24 adultos.
Cuadro 43. Cantidad de captura de la zona de Mollebaya. ZONA DE CAPTURA MOLLEBAYA Meses Julio Agosto Septiembre Octubre Noviembre Diciembre Red entomológica 0 0 2 1 1 0 Trampa de luz 0 0 2 2 2 0 Total de capturas 0 0 4 3 3 0 Total de especímenes capturados, durante la investigación son de 10 adultos.
Se demuestra que la mayor captura de adultos se dio en la zona de Characato, en el mes de Septiembre con catorce especímenes, mientras que en la zona de Mollebaya se presenta con menor número en los meses de Julio, Agosto y Diciembre, sin ninguna captura.
4.1.1.17. Noctuidae sp 3
El total de Noctuidos capturados entre las colectas de la red entomológica y las trampas de luz de las zona de Paucarpata es de un total de nueve especímenes de adultos de
Noctuidae sp 3 (Cuadro 44).
Cuadro 44. Cantidad de captura de la zona de Paucarpata ZONA DE CAPTURA PAUCARPATA Meses Julio Agosto Septiembre Octubre Noviembre Diciembre Red entomológica 0 0 0 1 1 2 Trampa de luz 0 0 0 2 1 2 Total de capturas 0 0 0 3 2 4 Total de especímenes capturados, durante la investigación son de 9 adultos.
58
Se demuestra que la mayor captura de adultos se dio en la zona de Paucarpata en el mes de Diciembre con cuatro especímenes, mientras que en los meses de Julio, Agosto y
Septiembre, no presentan ninguna captura.
4.1.1.18. Noctuidae sp 4
El total de Noctuidos capturados entre las colectas de la red entomológica y las trampas de luz de las zonas de Yura, Sabandia y Characato es de un total de cuarenta y ocho especímenes de adultos de Noctuidae sp 4. Teniendo a la zona de Yura con veintiuno adultos, seguido por la zona de Sabandia con quince adultos y la zona de Characato con doce adultos
(Cuadro 45, 46 y 47).
Cuadro 45. Cantidad de captura de la zona de Yura ZONA DE CAPTURA YURA Meses Julio Agosto Septiembre Octubre Noviembre Diciembre Red entomológica 1 1 4 4 1 1 Trampa de luz 1 1 2 4 1 0 Total de capturas 2 2 6 8 2 1 Total de especímenes capturados, durante la investigación son de 21 adultos. Cuadro 46. Cantidad de captura de la zona de Sabandia ZONA DE CAPTURA SABANDIA Meses Julio Agosto Septiembre Octubre Noviembre Diciembre Red entomológica 2 0 1 1 2 1 Trampa de luz 1 1 3 2 1 0 Total de capturas 3 1 4 3 3 1 Total de especímenes capturados, durante la investigación son de 15 adultos.
Cuadro 47. Cantidad de captura de la zona de Characato ZONA DE CAPTURA CHARACATO Meses Julio Agosto Septiembre Octubre Noviembre Diciembre Red entomológica 1 0 2 1 0 0 Trampa de luz 0 2 1 2 1 2 Total de capturas 1 2 3 3 1 2 Total de especímenes capturados, durante la investigación son de 12 adultos.
Se demuestra que la mayor captura de adultos se dio en la zona de Yura, en el mes de
Octubre con ocho especímenes, mientras que en la zona de Characato se presenta con menor número en los meses de Julio y Noviembre, con una sola captura.
59
4.1.1.19. Noctuidae sp 5
El total de Noctuidos capturados entre las colectas de la red entomológica y las trampas de luz de las zonas de Arequipa, Paucarpata y Characato es de un total de treinta y tres especímenes de adultos de Noctuidae sp 5.Teniendo a la zona de Arequipa con veinte adultos, seguido por la zona de Paucarpata con trece adultos y la zona de Characato con diez adultos (Cuadro 48, 49 y 50).
Cuadro 48. Cantidad de captura de la zona de Arequipa ZONA DE CAPTURA AREQUIPA Meses Julio Agosto Septiembre Octubre Noviembre Diciembre Red entomológica 0 1 4 2 1 1 Trampa de luz 0 2 3 2 2 2 Total de capturas 0 3 7 4 3 3 Total de especímenes capturados, durante la investigación son de 20 adultos. Fuente:
Cuadro 49. Cantidad de captura de la zona de Paucarpata ZONA DE CAPTURA PAUCARPATA Meses Julio Agosto Septiembre Octubre Noviembre Diciembre Red entomológica 0 0 2 2 1 1 Trampa de luz 0 2 0 2 2 1 Total de capturas 0 2 2 4 3 2 Total de especímenes capturados, durante la investigación son de 13 adultos. Fuente: Elaboración propia.
Cuadro 50. Cantidad de captura de la zona de Characato ZONA DE CAPTURA CHARACATO Meses Julio Agosto Septiembre Octubre Noviembre Diciembre Red entomológica 0 1 1 1 2 0 Trampa de luz 0 0 2 1 0 2 Total de capturas 0 1 3 2 2 2 Total de especímenes capturados, durante la investigación son de 10 adultos.
Se demuestra que la mayor captura de adultos se dio en la zona de Arequipa, en el mes de Septiembre con 7 especímenes, mientras que en la zona de Characato se presenta con menor número en el mes de Julio, sin ninguna captura.
60
4.1.1.20. Noctuidae sp 6
El total de Noctuidos capturados entre las colectas de la red entomológica y las trampa de luz de las zona de Characato es de un total de trece especímenes de adultos de Noctuidae sp 6 (Cuadro 51).
Cuadro 51. Cantidad de captura de la zona de Characato ZONA DE CAPTURA CHARACATO Meses Julio Agosto Septiembre Octubre Noviembre Diciembre Red entomológica 0 0 2 1 2 0 Trampa de luz 1 2 2 1 0 2 Total de capturas 1 2 4 2 2 2 Total de especímenes capturados, durante la investigación son de 13 adultos.
Se demuestra que la mayor captura de adultos se dio en la zona de Characato en el mes de Septiembre con cuatro especímenes, mientras que el mes de Julio, con una sola captura.
4.1.1.21. Noctuidae sp 7
El total de Noctuidos capturados entre las colectas de la red entomológica y las trampas de luz de las zonas de Paucarpata Y Quequeña es de un total de treinta y nueve especímenes de adultos de Noctuidae sp 7. Teniendo a la zona de Paucarpata con veinticuatro adultos y la zona de Quequeña con quince adultos (Cuadro 52 y 53).
Cuadro 52. Cantidad de captura de la zona de Paucarpata ZONA DE CAPTURA PAUCARPATA Meses Julio Agosto Septiembre Octubre Noviembre Diciembre Red entomológica 3 1 2 1 3 0 Trampa de luz 1 1 3 1 8 0 Total de capturas 4 2 5 2 11 0 Total de especímenes capturados, durante la investigación son de 24 adultos. Fuente: Elaboración propia.
Cuadro 53. Cantidad de captura de la zona de Quequeña ZONA DE CAPTURA QUEQUEÑA Meses Julio Agosto Septiembre Octubre Noviembre Diciembre Red entomológica 0 1 2 1 2 1 Trampa de luz 0 2 2 2 2 0 Total de capturas 0 3 4 3 4 1 Total de especímenes capturados, durante la investigación son de 15 adultos.
61
Se demuestra que la mayor captura de adultos se dio en la zona de Paucarpata, en el mes de Noviembre con once especímenes, mientras que en la zona de Quequeña se presenta con menor número en el mes de Julio, sin ninguna captura.
4.1.1.22. Noctuidae sp 8
El total de Noctuidos capturados entre las colectas de la red entomológica y las trampas de luz de las zona de Uchumayo es de un total de siete especímenes de adultos de
Noctuidae sp 8 (Cuadro 54).
Cuadro 54. Cantidad de captura de la zona de Uchumayo ZONA DE CAPTURA UCHUMAYO Meses Julio Agosto Septiembre Octubre Noviembre Diciembre Red entomológica 0 1 1 1 1 0 Trampa de luz 0 2 1 0 0 0 Total de capturas 0 3 2 1 1 0 Total de especímenes capturados, durante la investigación son de 7 adultos.
Se demuestra que la mayor captura de adultos se dio en la zona de Characato en el mes de Agosto con tres especímenes, mientras que en los meses de Julio y Diciembre, sin ninguna captura.
4.1.1.23. Noctuidae sp 9
El total de Noctuidos capturados entre las colectas de la red entomológica y las trampas de luz de las zona de Paucarpata es de un total de nueve especímenes de adultos de
Noctuidae sp 9 (Cuadro 55).
Cuadro 55. Cantidad de captura de la zona de Paucarpata ZONA DE CAPTURA PAUCARPATA Meses Julio Agosto Septiembre Octubre Noviembre Diciembre Red entomológica 0 0 3 2 1 0 Trampa de luz 0 0 2 1 0 0 Total de capturas 0 0 5 3 1 0 Total de especímenes capturados, durante la investigación son de 9 adultos.
62
Se demuestra que la mayor captura de adultos se dio en la zona de Paucarpata en el mes de Septiembre con cinco especímenes, mientras que en los meses de Julio, Agosto y
Diciembre, sin ninguna captura.
4.1.1.24. Noctuidae sp 10
El total de Noctuidos capturados entre las colectas de la red entomológica y las trampas de luz de las zona de Mollebaya es de un total de ocho especímenes de adultos de
Noctuidae sp 10 (Cuadro 56).
Cuadro 56. Cantidad de captura de la zona de Mollebaya ZONA DE CAPTURA MOLLEBAYA Meses Julio Agosto Septiembre Octubre Noviembre Diciembre Red entomológica 0 0 1 1 1 0 Trampa de luz 0 0 1 3 1 0 Total de capturas 0 0 2 4 2 0 Total de especímenes capturados, durante la investigación son de 8 adultos.
Se demuestra que la mayor captura de adultos se dio en la zona de Tiabaya en el mes de Octubre con cuatro especímenes, mientras que en los meses de Julio, Agosto y Diciembre, sin ninguna captura.
4.1.1.25. Noctuidae sp 11
El total de Noctuidos capturados entre las colectas de la red entomológica y las trampas de luz de las zona de Paucarpata es de un total de nueve especímenes de adultos de
Noctuidae sp 11 (Cuadro 57).
Cuadro 57. Cantidad de captura de la zona de Paucarpata ZONA DE CAPTURA PAUCARPATA Meses Julio Agosto Septiembre Octubre Noviembre Diciembre Red entomológica 0 0 0 1 1 0 Trampa de luz 0 0 2 4 1 0 Total de capturas 0 0 2 5 2 0 Total de especímenes capturados, durante la investigación son de 9 adultos.
63
Se demuestra que la mayor captura de adultos se dio en la zona de Paucarpata en el mes de Octubre con cinco especímenes, mientras que en los meses de Julio, Agosto y
Diciembre, no presentan ninguna captura.
4.1.1.26. Noctuidae sp 12
El total de Noctuidos capturados entre las colectas de la red entomológica y las trampas de luz de las zona de Paucarpata es de un total de quince especímenes de adultos de Noctuidae sp 12 (Cuadro 58).
Cuadro 58. Cantidad de captura de la zona de Paucarpata ZONA DE CAPTURA PAUCARPATA Meses Julio Agosto Septiembre Octubre Noviembre Diciembre Red entomológica 0 0 2 1 1 0 Trampa de luz 0 2 4 3 3 0 Total de capturas 0 2 6 4 3 0 Total de especímenes capturados, durante la investigación son de 15 adultos.
Se demuestra que la mayor captura de adultos se dio en la zona de Paucarpata en el mes de Septiembre con seis especímenes, mientras que en los meses de Julio, y Diciembre, no presentan ninguna captura.
4.1.1.27. Noctuidae sp 13
El total de Noctuidos capturados entre las colectas de la red entomológica y las trampas de luz de las zona de Paucarpata es de un total de trece especímenes de adultos de
Noctuidae sp 13 (Cuadro 59).
Cuadro 59. Cantidad de captura de la zona de Paucarpata ZONA DE CAPTURA PAUCARPATA Meses Julio Agosto Septiembre Octubre Noviembre Diciembre Red entomológica 0 0 1 1 1 2 Trampa de luz 0 0 5 2 1 0 Total de capturas 0 0 6 3 2 2 Total de especímenes capturados, durante la investigación son de 13 adultos.
64
Se demuestra que la mayor captura de adultos se dio en la zona de Paucarpata en el mes de Septiembre con seis especímenes, mientras que en los meses de Julio y Agosto no presentan ninguna captura.
4.1.1.28. Noctuidae sp 14
El total de Noctuidos capturados entre las colectas de la red entomológica y las trampas de luz de las zonas de Characato y Paucarpata es de un total de veintiuno especímenes de adultos de Noctuidae sp 14. Teniendo a la zona de Characato con trece adultos y la zona de Paucarpata con nueve adultos (Cuadro 60 y 61).
Cuadro 60. Cantidad de captura de la zona de Characato ZONA DE CAPTURA CHARACATO Meses Julio Agosto Septiembre Octubre Noviembre Diciembre Red entomológica 0 0 1 0 0 0 Trampa de luz 0 0 8 4 0 0 Total de capturas 0 0 9 4 0 0 Total de especímenes capturados, durante la investigación son de 13 adultos. Cuadro 61. Cantidad de captura de la zona de Paucarpata ZONA DE CAPTURA PAUCARPATA Meses Julio Agosto Septiembre Octubre Noviembre Diciembre Red entomológica 0 0 0 0 0 0 Trampa de luz 0 0 6 2 1 0 Total de capturas 0 0 6 2 1 0 Total de especímenes capturados, durante la investigación son de 9 adultos.
Se demuestra que la mayor captura de adultos se dio en la zona de Characato, en el mes de Septiembre con nueve especímenes, mientras que en la zona de Paucarpata se presenta con menor número en los meses de Julio, Agosto y Diciembre, sin ninguna captura.
4.1.1.29. Noctuidae sp 15
El total de Noctuidos capturados entre las colectas de la red entomológica y las trampa de luz de las zona de Arequipa es de un total de diez especímenes de adultos de Noctuidae sp 15 (Cuadro 62).
Cuadro 62. Cantidad de captura de la zona de Arequipa ZONA DE CAPTURA CHARACATO
65
Meses Julio Agosto Septiembre Octubre Noviembre Diciembre Red entomológica 0 0 2 1 0 0 Trampa de luz 1 2 3 1 0 0 Total de capturas 1 2 5 2 0 0 Total de especímenes capturados, durante la investigación son de 10 adultos.
Se demuestra que la mayor captura de adultos se dio en la zona de Characato en el mes de Septiembre con cinco especímenes, mientras que en los meses de Noviembre y Diciembre, sin ninguna captura.
4.1.1.30. Noctuidae sp 16
El total de Noctuidos capturados entre las colectas de la red entomológica y las trampa de luz de las zona de Quequeña es de un total de nueve especímenes de adultos de Noctuidae sp 16 (Cuadro 63).
Cuadro 63. Cantidad de captura de la zona de Quequeña ZONA DE CAPTURA QUEQUEÑA Meses Julio Agosto Septiembre Octubre Noviembre Diciembre Red entomológica 0 0 0 0 0 0 Trampa de luz 0 0 2 1 4 0 Total de capturas 0 0 2 1 6 0 Total de especímenes capturados, durante la investigación son de 9 adultos.
Se demuestra que la mayor captura de adultos se dio en la zona de Quequeña en el mes de Noviembre con seis especímenes, mientras que en los meses de Julio, Agosto y
Diciembre, sin ninguna captura.
4.1.1.31. Noctuidae sp 17
El total de Noctuidos capturados entre las colectas de la red entomológica y las trampa de luz de las zona de Chiguata es de un total de ocho especímenes de adultos de Noctuidae sp 17 (Cuadro 64).
Cuadro 64. Cantidad de captura de la zona de Chiguata ZONA DE CAPTURA CHIGUATA
66
Meses Julio Agosto Septiembre Octubre Noviembre Diciembre Red entomológica 0 0 0 1 2 0 Trampa de luz 0 0 1 1 3 0 Total de capturas 0 0 1 2 5 0 Total de especímenes capturados, durante la investigación son de 8 adultos.
Se demuestra que la mayor captura de adultos se dio en la zona de Chiguata en el mes de Noviembre con cinco especímenes, mientras que en los meses de Julio, Agosto y Diciembre, sin ninguna captura.
4.1.1.32. Noctuidae sp 18
El total de Noctuidos capturados entre las colectas de la red entomológica y las trampa de luz de las zona de Chiguata es de un total de cinco especímenes de adultos de Noctuidae sp 18 (Cuadro 65).
Cuadro 65. Cantidad de captura de la zona de Chiguata ZONA DE CAPTURA CHARACATO Meses Julio Agosto Septiembre Octubre Noviembre Diciembre Red entomológica 0 0 0 0 2 0 Trampa de luz 0 0 0 0 3 0 Total de capturas 0 0 0 0 5 0 Total de especímenes capturados, durante la investigación son de 9 adultos.
Se demuestra que la mayor captura de adultos se dio en la zona de Chiguata en el mes de Noviembre con cinco especímenes, mientras que el mes de Julio, Agosto, Septiembre,
Octubre y Diciembre, sin ninguna captura.
4.1.1.33. Noctuidae sp 19
El total de Noctuidos capturados entre las colectas de la red entomológica y las trampas de luz de las zona de Uchumayo es de un total de diez especímenes de adultos de
Noctuidae sp 19 (Cuadro 66).
Cuadro 66. Cantidad de captura de la zona de Uchumayo ZONA DE CAPTURA UCHUMAYO Meses Julio Agosto Septiembre Octubre Noviembre Diciembre
67
Red entomológica 0 0 1 0 1 0 Trampa de luz 0 0 1 3 4 0 Total de capturas 0 0 2 3 5 0 Total de especímenes capturados, durante la investigación son de 10 adultos.
Se demuestra que la mayor captura de adultos se dio en la zona de Characato en el mes de Noviembre con cinco especímenes, mientras que en los meses de Julio, Agosto y
Diciembre, sin ninguna captura.
4.1.1.34. Noctuidae sp 20
El total de Noctuidos capturados entre las colectas de la red entomológica y las trampas de luz de las zona de Tiabaya es de un total de seis especímenes de adultos de
Noctuidae sp 20 (Cuadro 67).
Cuadro 67. Cantidad de captura de la zona de Tiabaya ZONA DE CAPTURA TIABAYA Meses Julio Agosto Septiembre Octubre Noviembre Diciembre Red entomológica 0 0 1 1 1 0 Trampa de luz 0 0 2 1 0 0 Total de capturas 0 0 3 2 1 0 Total de especímenes capturados, durante la investigación son de 6 adultos.
Se demuestra que la mayor captura de adultos se dio en la zona de Tiabaya en el mes de Septiembre con tres especímenes, mientras que en los meses de Julio, Agosto y Diciembre, sin ninguna captura.
4.1.1.35. Noctuidae sp 21
El total de Noctuidos capturados entre las colectas de la red entomológica y las trampas de luz de las zonas de Characato, Jacobo Hunter y Tiabaya es de un total de cuarenta y nueve especímenes de adultos de Noctuidae sp 21. Teniendo a la zona de Characato con veintiséis adultos, seguido por la zona de Jacobo Hunter con catorce adultos y finalmente la zona de Tiabaya con nueve adultos (Cuadro 68, 69 y 70).
Cuadro 68. Cantidad de captura de la zona de Characato
68
ZONA DE CAPTURA CHARACATO Meses Julio Agosto Septiembre Octubre Noviembre Diciembre Red entomológica 0 0 1 4 1 2 Trampa de luz 1 2 2 6 5 2 Total de capturas 1 2 3 10 6 4 Total de especímenes capturados, durante la investigación son de 26 adultos.
Cuadro 69. Cantidad de captura de la zona de Jacobo Hunter ZONA DE CAPTURA JACOBO HUNTER Meses Julio Agosto Septiembre Octubre Noviembre Diciembre Red entomológica 0 0 1 1 2 1 Trampa de luz 0 1 2 2 2 2 Total de capturas 0 1 3 3 4 3 Total de especímenes capturados, durante la investigación son de 14 adultos.
Cuadro 70. Cantidad de captura de la zona de Tiabaya ZONA DE CAPTURA TIABAYA Meses Julio Agosto Septiembre Octubre Noviembre Diciembre Red entomológica 0 0 1 1 1 1 Trampa de luz 0 0 1 1 2 1 Total de capturas 0 0 2 2 3 2 Total de especímenes capturados, durante la investigación son de 9 adultos.
Se demuestra que la mayor captura de adultos se dio en la zona de Characato, en el mes de Octubre con diez especímenes, mientras que en la zona de Tiabaya se presenta con menor número en los meses de Julio y Agosto, sin ninguna captura.
4.1.1.36. Noctuidae sp 22
El total de Noctuidos capturados entre las colectas de la red entomológica y las trampas de luz de las zona de Uchumayo, es de un total de 12 especímenes de adultos de
Noctuidae sp 22 (Cuadro 71).
Cuadro 71. Cantidad de captura de la zona de Uchumayo ZONA DE CAPTURA UCHUMAYO Meses Julio Agosto Septiembre Octubre Noviembre Diciembre Red entomológica 0 0 0 1 2 0 Trampa de luz 0 0 1 1 5 2 Total de capturas 0 0 1 2 7 2 Total de especímenes capturados, durante la investigación son de 12 adultos.
69
Se demuestra que la mayor captura de adultos se dio en la zona de Uchumayo en el mes de Noviembre, con 7 especímenes, mientras que el mes de Julio y Agosto, sin ninguna captura.
4.2. ESPECIES IDENTIFICADA
El total de lepidópteros Noctuidae identificados para la campiña de Arequipa, comprendió de 4 Sudfamilias las cuales son: Noctuinae, Plusiinae, Heliothinae, Cuculliinae,
14 especímenes identificados y 22 especímenes en estudios.
Por otra parte los especímenes adultos fueron identificados utilizando los caracteres morfológicos externos por medio de la comparación de figuras ilustradas de la página Moth
Photographers Group at the Mississippi Entomological Museum at the Mississippi State
University (Grupo de fotógrafos de polillas en el Museo Entomológico de Mississippi en la
Universidad Estatal de Mississippi), sitio web
(http://mothphotographersgroup.msstate.edu/), revistas peruana de entomología, investigaciones cientificas , libros, pdf y artículos, relacionadas a la region neotropical.
Claves de identificación propuesto por Angulo, (1991), Carrera et al., (2011),
Lafontaine, (2004), Lafontaine & Bolling, (2009), Lafontaine & Schmidt, (2010), Navarro et al., (2010), Poole, (1989), Rodríguez et al., (2003), Rodríguez et al., (2000) y otros investigadores.
También por medio de la morfología de la genitalia, realizando las comparaciones con lo ya propuesto por los investigadores, ya que es una forma más confiable y fiable para la identificación taxonómica para determinar la especie, de igual manera se procedió a identificar a los especímenes en estudio.
70
En la Tabla 6 se presenta un listado de los especímenes identificadas y posteriormente se realiza la descripción de los especímenes identificadas, considerando el nombre común, ubicación taxonómica, descripción del adulto, clave pictórica, genitales y distribución geográfica.
Tabla 6: Listado de especies de Noctuidos identificados para la campiña de Arequipa, con su respectiva clasificación taxonómica.
FAMILIA NOCTUIDAE Latreille, 1809 Subfamilia Noctuinae Latreille, 1809 Tribu Prodeniini Forbes, 1954 1 Spodoptera eridania (Cramer, 1784) 2 Spodoptera frugiperda (J.E. Smith, 1797) Tribu Noctuini Latreille, 1809 Subtribu Agrotina Rambur, 1848 3 Agrotis ipsilon (Hufnagel, 1766) 4 Agrotis experta (Walker, 1869) 5 Agrotis malefida Guenée, 1852 6 Agrotis sp 7 Feltia subterranea (Fabricius, 1794) 8 Peridroma saucia (Hübner, [1808]) Subfamilia Plusiinae Boisduval, [1828] Tribu Argyrogrammatini Eichlin & Cunningham, 1978 9 Autoplusia gammoides Blanchard, 1852 10 Chrysodeixis includens (Walker, [1858]) 11 Trichoplusia ni (Hübner, [1803]) Subfamilia Heliothinae Boisduval, [1828] 12 Helicoverpa zea (Boddie, 1850) Subfamilia Cuculliinae Herrich-Schäffer, [1850] 13 Copitarsia corruda (Pogue y Simmons 2008) 14 Copitarsia decolora (Guenée, 1852) OTROS NOCTUIDOS COLECTADOS 15 Noctuidae sp 1 16 Noctuidae sp 2 17 Noctuidae sp 3 18 Noctuidae sp 4 19 Noctuidae sp 5 20 Noctuidae sp 6 21 Noctuidae sp 7 22 Noctuidae sp 8 23 Noctuidae sp 9 24 Noctuidae sp 10 25 Noctuidae sp 11
71
26 Noctuidae sp 12 27 Noctuidae sp 13 28 Noctuidae sp 14 29 Noctuidae sp 15 30 Noctuidae sp 16 31 Noctuidae sp 17 32 Noctuidae sp 18 33 Noctuidae sp 19 34 Noctuidae sp 20 35 Noctuidae sp 21 36 Noctuidae sp 22 Listado de especies de Noctuidos en la campiña de Arequipa Fuente: Elaboración propia.
4.2.1. Spodoptera eridania (Cramer, 1784)
4.2.1.1. Nombres comunes
Oruga militar del sur (Valverde, 2007), falsa caballada (Narrea, 2012), la caballada
(SENASA, 2016).
4.2.1.2. Ubicación Taxonómica
Según Lafontaine & Schmidt, (2010) la especie tiene la siguiente clasificación.
Familia: Noctuidae Latreille, 1809
Subfamilia: Noctuinae Latreille, 1809
Tribu Prodeniini Forbes, 1954
Género: Spodoptera Guenée, 1852
Especie: eridania (Cramer, 1784)
Otros sinónimos encontrados con menor frecuencia son (Arnaud, 1978; Poole, 1989;
Passoa, 1991): Xylomyges eridania, Prodenia eridania, Noctua eridania, Phalaena eridania,
Laphygma eridania, Prodenia nigrofascia, Prodenia xylomiges y Prodenia externa.
72
4.2.1.3. Descripción
A).- Adulto: presenta una expansión alar que varía de 28 a 40 mm. El cuerpo es de color pardo claro, grueso y cubierto por escamas. Se observa dimorfismo sexual, así los machos son más pequeños y las alas anteriores son de color gris pajizo con una mancha central o en forma de una barra con orientación al margen externo. Las hembras son de color marrón claro, jaspeado con manchas negras. Las alas posteriores son blancas (Sánchez y
Apaza, 2000).
Foto 1. Vista dorsal del adulto de Spodoptera eridania, A) macho y B) hembra.
4.2.1.4. Clave pictórica de Spodoptera eridania (Cramer, 1784)
Figura 17. Vista dorsal del ala anterior y posterior, señalizando las ornamentaciones características de la especie de Spodoptera eridania. A) Macho y B) Hembra. Fuente: Elaboración propia.
4.2.1.5. Genitales de Spodoptera eridania (Cramer, 1784)
Genitalia masculina: uncus largo terminando en una curva, corona con setas cortas, ampulla pequeña en forma de hoja y yuxta angular en la base con un proceso dorsal ancho.
73
Foto 2. Genitalia masculina y fenenina de Spodoptera eridania. Foto A y B de Genitalia masculina comparada con la foto C de ©James Hayden, MGCL. y Foto D y E de genitalia fenenina comparada con la foto F de ©James Hayden, MGCL.
4.2.1.6. Distribución geográfica
El gusano ejército es una especie nativa de los trópicos americanos, se reproducen ampliamente en América central, América del sur y el Caribe. En los Estados Unidos se encuentra principalmente en los estados del sureste; su área de distribución se extiende hasta el oeste de Kansas y Nuevo México (Belda et al., 1994; Saunders et al., 1998).
A).- En el Perú: la plaga más frecuente en los valles de la costa donde se cultiva espárrago (Asparagus officinalis L.) es el género Spodoptera, que en ocasiones puede causar severos daños al área foliar si no se toman medidas de control en forma adecuada y oportuna
(Casana et al., 2006).
En la irrigación Majes Spodoptera eridania, es el insecto que afecta principalmente los cultivos de alfalfa (ANDINA, 2017).
B).- Campiña de Arequipa: se encontró en los distritos de Characato, Cayma y
Tiabaya.
74
4.2.2. Spodoptera frugiperda (J.E. Smith, 1797)
4.2.2.1. Nombres comunes
Gusano cogollero, gusano ejército (Capinera, 2001; Sánchez et al., 2004)
4.2.2.2. Ubicación Taxonómica
Según Lafontaine & Schmidt, (2010) la especie tiene la siguiente clasificación. Familia: Noctuidae Latreille, 1809
Subfamilia: Noctuinae Latreille, 1809
Tribu Prodeniini Forbes, 1954
Género: Spodoptera Guenée, 1852 Especie: frugiperda (J. E. Smith, 1797)
Otros sinónimos encontrados con menor frecuencia son (Luginbill, 1928; Arnaud,
1978; Poole, 1989): Phalaena frugiperda y Laphygma frugiperda
4.2.2.3. Descripción
A).- Adulto: presenta una expansión alar 30 - 38 mm. Presenta dimorfismo sexual.
En la hembra las alas anteriores son de color gris uniforme a marrón con manchas apenas perceptibles. Las alas del macho de color pardo grisáceo con un par de manchas irregulares y claras hacia la región central, formando una X entre líneas y una línea de color blanco hacia la región anal. Las alas posteriores son blancas (Chávez, 1990; Sánchez y Vergara, 2010).
75
Foto 3. Vista dorsal del adulto de Spodoptera frugiperda, tanto del macho como de la hembra. A y C, Foto de adulto de Spodoptera frugiperda de © Julio M, Zapata C. comparadas con las fotos B y D, de © Jim Vargo.
4.2.2.4. Clave pictórica de Spodoptera frugiperda (J.E. Smith, 1797)
Figura 18. Vista dorsal del ala anterior y posterior, señalizando las ornamentaciones características de la especie de Spodoptera frugiperda. A) Macho y B) Hembra. Fuente: Elaboración propia.
4.2.1.5. Genitales de Spodoptera frugiperda (J.E. Smith, 1797)
Genitalia masculina: uncus alargado con pedicelo presente, corona con un grupo de setas cortas, ampulla alargada en forma de flecha y yuxta cóncava en la base con un proceso dorsal.
Foto 4. Genitalia masculina y fenenina de Spodoptera frugiperda. Foto A y B de Genitalia masculina comparada con la foto C de ©Christi Jaeger, MEM. y Foto D y E de genitalia fenenina comparada con la foto F de ©James Hayden, FSCA.
4.2.2.6. Distribución geográfica
Está presente en las regiones tropicales y subtropicales del Hemisferio Oeste, desde los Estados Unidos hasta Argentina. Normalmente sobrevive el invierno satisfactoriamente en los Estados Unidos solo hacia el sur de los estados de Florida y Texas, pero en inviernos
76
cálidos puede sobrevivir a través de la costa del Golfo y sur de Arizona (Capinera, 2001;
Casmuz et al., 2010; Gutiérrez et al., 2012).
A).- En el Perú: infesta al maíz en todas las zonas donde éste se cultiva. En la costa las infestaciones se inician desde que las plantas tienen escasamente entre 10 a 15 cm de altura. En la Sierra, conjuntamente con Copitarsia, constituyen serios problemas en los valles interandinos. Finalmente en la selva o ceja de selva, presenta infestaciones durante todo el año (Sarmiento, 1981).
B).- Campiña de Arequipa: se encontró en los distritos de Sabandia, Characato,
Socabaya y Paucarpata.
4.2.3. Agrotis ípsilon (Hufnagel, 1766)
4.2.3.1. Nombres comunes
Gusano cortador, gusano grasiento, gusano de tierra, oruga cortadora grasienta, lagarta rosca, cuncunilla grasienta, cuncunilla negra, rosquilla o rosca, gusano trozador, black cutworm, greasy cutworm, dark sword grass (Fichetti, 2003; Hill, 2008; Sánchez y Vergara,
2003).
4.2.3.2. Ubicación Taxonómica
Según Lafontaine & Schmidt, (2010) la especie tiene la siguiente clasificación.
Familia: Noctuidae Latreille, 1809 Subfamilia: Noctuinae Latreille, 1809
Tribu Noctuini Latreille, 1809 Sudtribu Agrotina Rambur, 1848
Género: Agrotis Ochsenheimer 1816 Especie: ípsilon (Hufnagel, 1766) Otros sinónimos encontrados con menor frecuencia son (Hill, 2008; Lafontaine & Schmidt, 2010):
77
Phalaena ipsilon Hufnagel, 1766, Noctua suffusa Denis & Schiffermüller, 1775, Noctua ypsilon Rottemberg, 1777, Phalaena idonea Cramer, 1780, Bombyx spinula Esper, 1786,
Phalaena spinifera Villers, 1789, Phalaena spinula Donovan, 1801, Agrotis telifera Harris,
1841, Agrotis bipars Walker, 1857, Agrotis frivola Wallengren, 1860, Agrotis aneituna Walker, 1865, Agrotis pepoli Bertolini, 1874, Agrotis aureolum Schaus, 1898,
Euxoa ypsilon Rottemberg y Scotia ipsilon Rottemberg.
4.2.3.3. Descripción
A).- Adulto: presenta una expansión alar de 30 a 50 mm. Las alas anteriores son de color gris y con frecuencia presentan marcas más oscuras, a veces negras, en forma de una banda transversal y con el extremo apical algo más claro. En el área central presenta una mancha reniforme que se prolonga con un pequeño triangulo de color negro, al que se oponen otros dos con el vértice en sentido contrario. Las alas posteriores son blancas perladas, con un margen gris. El cuerpo es de color gris (Sánchez y Vergara, 1998).
Foto 5. Vista dorsal del adulto de Agrotis ípsilon, tanto del macho como de la hembra. Fuente: Elaboración propia.
4.2.3.4. Clave pictórica de Agrotis ípsilon (Hufnagel, 1766)
78
Figura 19. Vista dorsal del ala anterior y posterior del macho y la hembra, señalizando las ornamentaciones características de la especie de Agrotis ípsilon. Fuente: Elaboración propia.
4.2.3.5. Genitales de Agrotis ípsilon (Hufnagel, 1766)
Genitalia masculina: uncus curvo alargado esclerotizado, ampulla en forma de pico y corona con un grupo de setas largas.
Foto 6. Genitalia masculina y fenenina de Agrotis ípsilon. Foto A y B de Genitalia masculina comparada con la foto C de ©Tom Murray y Foto D y E de genitalia fenenina comparada con la foto F de © Patrick Clement
4.2.3.6. Distribución geográfica
Agrotis ípsilon es una especie cosmopolita. Desde el norte de Europa, Canadá, Japón hasta Nueva Zelanda, Sudáfrica y Sudamérica (Hill, 2008).
En Argentina, se encuentra distribuida desde el norte del país hasta el sur de Buenos
Aires y La Pampa (Pastrana y Hernández, 1979). Fue declarada plaga nacional por decreto ley nº 6704/63 (Pastrana, 2004), en Chile Se encentra entre la región de Arica y Parinacota hasta la de los Lagos (Vitta, 2017).
A).- En el Perú: se encuentra en todas las áreas donde se siembra plantas cultivadas, tales como: papa, maíz, esparrago, cebolla, ajo, maní, betarraga, acelga, col, nabo, brócoli, coliflor, garbanzo, pepinillo, sandia, quinua, zapallo, trigo, arroz, fresa, soya, algodón,
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cebada, camote, haba, arveja, alfalfa, frutales en almacigo, además malezas como el yuyo, capulí cimarrón , verdolaga, etc.( Sánchez & Vergara, 1998).
En nuestro país son pocas las referencias que se tienen sobre Feltia experta Walker.
La mayor parte de los autores citan a esta especie como plaga que ataca diferentes cultivos y sus trabajos son encaminados al control (Ortiz & Zevallos, 2010).
B).- Campiña de Arequipa: se encontró en los distritos de Cayma, Uchumayo,
Tiabaya y Characato.
4.2.4. Agrotis experta (Walker, 1869) anteriormente Feltia experta (Walker, 1869)
4.2.4.1. Ubicación Taxonómica
Según Ollerenshaw, (2011) la especie tiene la siguiente clasificación. Familia: Noctuidae Latreille, 1809 Subfamilia: Noctuinae Latreille, 1809 Tribu Noctuini Latreille, 1809 Sudtribu Agrotina Rambur, 1848 Género: Agrotis Ochsenheimer 1816 Especie: experta (Walker, 1869)
Otros sinónimos encontrados con menor frecuencia son: Laphygma experta Walker, 1869 y Laphygma innotabilis Walker, 1869
4.2.4.2. Descripción
A).- Adulto: presenta una expansión alar de 40 a 60 mm. Tiene un color marrón oscuro uniforme; de la parte más inferior de la celda anal corre una línea media clara hacia el margen proximal bien marcada, similar a la anterior o precedente. Las alas posteriores son de color blanco transparente, en la hembra el margen es de color pardo (Sánchez y Vergara,
2003).
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Foto7. Vista dorsal del adulto de Agrotis experta, tanto del macho como de la hembra. Fuente: Elaboración propia.
4.2.4.3. Clave pictórica de Agrotis experta (Walker, 186)
Figura 20. Vista dorsal del ala anterior y posterior del macho y la hembra, señalizando las ornamentaciones características de la especie de Agrotis experta. Fuente: Elaboración propia.
4.2.4.4. Genitales de Agrotis experta (Walker, 1869)
Genitalia masculina: uncus ligeramente curvado y esclerotizado corona con una hilera de setas cortas, ampulla en forma de cuchilla y yuxta cóncava.
Foto 8. Genitalia masculina y fenenina de Agrotis experta. Foto A y B de Genitalia masculina comparada con la foto C de © Patrick Clement y Foto D y E de genitalia fenenina comparada con la foto F de © Patrick Clement
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4.2.4.5. Distribución geográfica
Se encuentra en las regiones de Tarapacá y Antofagasta de Chile y el Distrito de
Callao Perú.
A).- En el Perú: entre los gusanos de tierra con hábitos variables se cita a Feltia experta; encontrándose tanto en Costa, Sierra y Selva (Sánchez y Vergara, 2003).
B).- Campiña de Arequipa: se encontró en los distritos de Yura, Sabandia y
Characato
4.2.5. Agrotis malefida Guenée, 1852
4. 2.5.1. Nombres comunes
Oruga cortadora áspera, oruga cortadora de las hortalizas, gusano áspero, cuncunilla
áspera, gusano cortador áspero de la papa, gusano cortador de las chacras, rosca, pale-sided cutworm, rascaldart, roughty cutworm, vegetable cutworm, pale western cutworm (Fichetti,
2003).
4. 2.5.2. Ubicación Taxonómica
Según Lafontaine & Schmidt, (2010) la especie tiene la siguiente clasificación.
Familia: Noctuidae Latreille, 1809
Subfamilia: Noctuinae Latreille, 1809 Tribu Noctuini Latreille, 1809
Sudtribu Agrotina Rambur, 1848 Género: Agrotis Ochsenheimer 1816
Especie: malefida Guenée, 1852
Otros sinónimos encontrados con menor frecuencia son (Angulo y Quezada, 1975;
Baudino, 2006): Feltia malefida (Guenée, 1852), Agrotis inspinosa Guenée 1852, Noctua
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robusta Blanchard 1852, Agrotis consueta Walker [1857] 1856, Agrotis submuscosa Herrich-
Schäffer 1868 y Agrotis koehleri.
4. 2.5.3. Descripción
A).- Adulto: presenta una expansión alar de 28 a 45 mm. Las alas anteriores son de color marrón grisáceo con tres manchas oscuras más o menos definidas; una interna cerca de la región articular de forma abastonada, una central casi circular y la tercera muy cerca del borde externo de forma triangular. Las alas posteriores son de color blanco perlado mientras que el tórax es marrón grisáceo con un collar negruzco (Sánchez y Vergara, 2003).
Foto 9. Vista dorsal del adulto de Agrotis malefida, tanto del macho como de la hembra. Fuente: Elaboración propia.
4. 2.5.4. Clave pictórica de Agrotis malefida Guenée, 1852
Figura 21. Vista dorsal del ala anterior y posterior del macho y la hembra, señalizando las ornamentaciones características de la especie de Agrotis malefida. Fuente: Elaboración propia.
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4.2.5.5. Genitales de Agrotis malefida Guenée, 1852
Genitalia masculina: uncus moderadamente desarrollado, doblado en una punta puntiaguda, ampulla en forma gruesa con punta bifurcada; y yuxta moderadamente largo, ancho, delgado.
Foto 10: Genitalia masculina y fenenina de Agrotis malefida. Foto A y B de Genitalia masculina comparada con la foto C de © Jerome Barbut y Foto D y E de genitalia fenenina comparada con la foto F de © Jerome Barbut
4. 2.5.6. Distribución geográfica
Agrotis malefida se distribuye desde el sur de los Estados Unidos de América hasta el sur de América del Sur (Pastrana & Hernández, 1979).
Chile: V-XII región y Archipiélago Juan Fernández. Isla Robinson Crusoe (V
Región). Argentina: Buenos Aires, Tucumán, Misiones; la Rioja (Angulo y Olivares, 2005).
A).- En el Perú: se encuentra a lo largo de la costa norte, centro y sur; en la sierra centro y sur, así como en la selva (Catalán, 2016).
B).- Campiña de Arequipa: se encontró en los distritos de Uchumayo y Characato.
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4.2.6. Agrotis sp
4.2.6.1. Nombre común
Gusano cortador de la papa (Baudino, 2006; Aragón y Imwinkelried, 2007).
4.2.6.2. Ubicación Taxonómica
Según Aurivillius et al., (1922); Angulo y Olivares, (2005) la especie tiene la siguiente clasificación.
Familia: Noctuidae Latreille, 1809
Subfamilia: Noctuinae Latreille, 1809 Tribu Noctuini Latreille, 1809
Sudtribu Agrotina Rambur, 1848 Género: Agrotis Ochsenheimer 1816
Especie: sp
Otros sinónimos encontrados con menor frecuencia son (Baudino, 2006; Valencia y
Valdivia, 1973): Pseudoleucania bilitura (Guenée, 1852), Spaelotis cineraria Blanchard
1852, Agrotis deprivata Walker, 1857, Agrotis nuda Köhler, 1979 y Euxoa bilitura.
4.2.6.3. Descripción
A).- Adulto: presenta una expansión alar de 30 a 43 mm. El color de la cabeza es de castaño claro. Presenta las alas anteriores de color pardo amarillentas, con una notoria mancha rectangular a triangular de color pardo fuerte en la mitad del ala. Alas posteriores hialinas y más anchas.
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Foto11. Vista dorsal del adulto de Agrotis sp, tanto del macho como de la hembra. Fuente: Elaboración propia.
4.2.6.4. Clave pictórica de Agrotis sp
Figura 22. Vista dorsal del ala anterior y posterior del macho y la hembra, señalizando las ornamentaciones características de la especie de Agrotis sp. Fuente: Elaboración propia.
4.2.6.5. Genitales de Agrotis sp
Genitalia masculina: Uncus prominente esclerotizado, corona con setas largas, ampulla en forma de bumerán y yuxta bien desarrollado.
Foto12. Genitalia masculina y fenenina de Agrotis sp. Foto A y B de Genitalia masculina comparada con la foto C de © Peter Hall y Foto D y E de genitalia fenenina comparada con la foto F de © Peter Hall
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4.2.6.6. Distribución geográfica
Se encuentra distribuida en América del Sur, y en la Argentina está citada de la región de Cuyo y la pampa húmeda (Espul et al., 1981).
Chile: I-XII Región e Archipiélago Juan Fernández, Isla Robinson Crusoe (V
Región). Argentina. Perú: Huanaco. Uruguay (Angulo y Olivares, 2005).
A).- En el Perú: según Valencia y Valdivia, (1973) está reportada en el cultivo de tabaco en los Valles de Ica- Perú y Debach, (1969) lo reporta en el cultivo de papa.
B).- Campiña de Arequipa: se encontró en los distritos de Uchumayo y Characato.
4.2.7. Feltia subterranea (Fabricius, 1794) anteriormente Agrotis subterranea (Fabricius,
1794)
4.2.7.1. Nombres comunes
Gusano trozador, gusano cortador granuloso (Martínez et al., 2006).
4.2.7.2. Ubicación Taxonómica
Según Lafontaine & Schmidt, (2010) la especie tiene la siguiente clasificación.
Familia: Noctuidae Latreille, 1809 Subfamilia: Noctuinae Latreille, 1809 Tribu Noctuini Latreille, 1809 Sudtribu Agrotina Rambur, 1848
Género: Feltia Walker, 1856 Especie: Subterránea (Fabricius,
1794) Otros sinónimos encontrados con menor frecuencia son (Agrolink, 2017): Agrotis subterranea (Fabricius, 1794), Noctua subterranea Fabricius, 1794, Agrotis annexa Treitschke, 1825, Agrotis anteposita Guenée, 1852, Noctua lutescens Blanchard,
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1852, Euxoa lutescens (Blanchard, 1852), Agrotis decernens Walker, [1857], Agrotis interferens Walker, 1858, Xylina lutaea Druce, 1889, Agrotis interposita Maassen, 1890,
Euxoa williamsi Schaus, 1923 y Agrotis blanchardi Berg, 1882.
4.2.7.3. Descripción
A).- Adulto: presenta una expansión alar de 34 a 42 mm. Las alas anteriores son de color marrón grisáceo con manchas negras, siendo más oscuras en las hembras. Las alas posteriores son blancas con margen marrón (Sánchez y Vergara, 1998).
Alas anteriores con dos mancha negras de forma triangular que se originan en la parte basal del ala, cruzada por una línea blanca trasversal, segunda línea blanca trasversal cerca a la mancha de forma semitriangular alargada de color negro unida con un punto de forma circular de color crema, la cual se une con otra mancha de color negra de forma semirectangular y a su extremo una mancha de forma arriñonado de color crema acompañada por una tercera línea blanca trasversal. Macha de color oscura en el ápice del margen costal y otra en el margen externo.
Foto 13. Vista dorsal del adulto de Feltia subterranea, tanto del macho como de la hembra. Fuente: Elaboración propia.
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4.2.7.4. Clave pictórica de Feltia subterranea (Fabricius, 1794)
Figura 23. Vista dorsal del ala anterior y posterior del macho y la hembra, señalizando las ornamentaciones características de la especie de Feltia subterranea. Fuente: Elaboración propia.
4.2.7.5. Genitales de Feltia subterranea (Fabricius, 1794)
Genitalia masculina: uncus largo y arqueado con escamas, ampulla la longitud de la valva, corona con setas largas y yuxta triangular.
Foto 14: Genitalia masculina y fenenina de Feltia subterranea. Foto A y B de Genitalia masculina comparada con la foto C de © Agraín Federico y Foto D y E de genitalia fenenina comparada con la foto F de © Agraín Federico
4.1.7.6. Distribución geográfica
Se encuentra en América del Norte, desde Massachusetts y Nueva York hasta
California y las partes del sur de los Estados Unidos y México. También está presente en
América Central y América del Sur, donde se ha informado en Honduras, Costa Rica, Cuba,
Panamá, Venezuela, Colombia, Sur este de Brasil, Uruguay, Chile, las Antillas (Savela,
2008).
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A).- En el Perú: se encuentra a lo largo de la costa norte, centro y sur; en la sierra centro y sur, así como en la selva (Catalán, 2016).
Según Alva, (2015) es una principal plaga en el cultivo de pimiento variedad piquillo en la zona de Chavimochic, Costa Norte del Perú, Región La Libertad.
B).- Campiña de Arequipa: se encontró en los distritos de Uchumayo, Sachaca y
Paucarpata.
4.2.8. Peridroma saucia (Hübner, [1808])
4.2.8.1. Nombres comunes
Oruga cortadora variada, o mora, isoca mora, oruga veteada clara, cuncunilla veteada, gusano variado, oruga moteada, rosca, gusano cortador, variegated cutworm, pearly underwing (Fichetti, 2003).
4.2.8.2. Ubicación Taxonómica
Según Lafontaine & Schmidt, (2010) la especie tiene la siguiente clasificación.
Familia: Noctuidae Latreille, 1809 Subfamilia: Noctuinae Latreille, 1809
Tribu Noctuini Latreille, 1809 Sudtribu Agrotina Rambur, 1848 Otros Género: Peridroma Hübner, 1821 Especie: saucia (Hübner, [1808]) sinónimos encontrados con menor frecuencia son (Baudino, 2006): Noctua saucia Hübner [1808],
Noctua majuscula Haworth 1809, Noctua margaritosa Haworth 1809, Noctua aequa Hübner
[1813], Brothis orophila Geyer 1837, Agrotis inermis Harris 1841, Spaelotis infuscata
Blanchard, Spaelotis stictica Blanchard, Agrotis impacta Walker [1857] 1856, Agrotis intecta Walker [1857], Agrotis ambrosioides Walker 1857, Agrotis angulifera Wallengren
90
1860, Agrotis ortonii Packard 1869, Lycophotia ochronata Hampson 1903 y Agrotis saucia var. tenebricosa Schawerda 1929.
4.2.8.3. Descripción
A).- Adulto: presenta una expansión alar de 30 a 50mm. Las alas anteriores varían en coloración de un pardo rojizo hasta pardo gris claro, a menudo moteado con negro y marrón, con una mancha en forma de riñón en el centro de cada una de las alas. Las alas posteriores son de color gris perla (Sánchez y Vergara, 2003).
Foto 15. Vista dorsal del adulto de Peridroma saucia., tanto del macho como de la hembra. Fuente: Elaboración propia.
4.2.8.4. Clave pictórica de Peridroma saucia (Hübner, [1808])
Figura 24. Vista dorsal del ala anterior y posterior del macho y la hembra, señalizando las ornamentaciones características de la especie de Peridroma saucia. Fuente: Elaboración propia.
4.2.8.5. Genitales de Peridroma saucia (Hübner, [1808])
Genitalia masculina: uncus corto curvado, ampulla en forma de aspa com punta, corona con muchas setas largas y yuxta alargada.
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Foto 16: Genitalia masculina y fenenina de Peridroma saucia. Foto A y B de Genitalia masculina comparada con la foto C de © Anthony W. Thomas y Foto D y E de genitalia fenenina comparada con la foto F de © Anthony W. Thomas
4.2.8.6. Distribución geográfica
Peridroma saucia (Hübner) es una especie cosmopolita, que se distribuye desde
Canadá hasta el sur de la Argentina, Europa y zonas del Mediterráneo (Pastrana y Hernández,
1979). Ha sido declarada plaga nacional por decreto ley nº 6704/63 (Pastrana y Hernández,
1979, Pastrana, 2004).
A).- En el Perú: es la especie de mayor importancia en el área andina, al tener un comportamiento de gusano cortador en plantas tiernas y como cogollero. (Catalán, 2016).
Según Valencia y Valdivia, (1973) está presente en los Valles de Ica- Perú.
B).- Campiña de Arequipa: se encontró en los distritos de Tiabaya y Paucarpata.
4.2.9. Autoplusia gammoides Blanchard, 1852
4.2.9.1. Nombres comunes
Gusano verde, falso medidor (García y Vicente, 2017)
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4.2.9.2. Ubicación Taxonómica
Según Lafontaine & Schmidt, 2010. La especie tiene la siguiente clasificación. Familia: Noctuidae Latreille, 1809 Subfamilia: Plusiinae Boisduval, [1828] Tribu Plusiini Boisduval, [1828] Sudtribu Autoplusiina Kitching, 1987 Género: Autoplusia Mc Dunnough, 1944 Especie: gammoides Blanchard, 1852
Otros sinónimos encontrados con menor frecuencia son (Khramov, 2012): Plusia gammoides Blanchard, 1852, Plusia chilensis Butler, 1882 y Syngrapha gammoides (Blanchard).
4.2.9.3. Descripción
A).- Adulto: tiene una expansión alar de 30 a 49 mm, es de color marrón opaco. Las alas anteriores presenta una mancha brillante plateada en forma de “y”, las alas posteriores son marrón pálido. En el tórax presenta una cresta (Sánchez 2006; García y Vicente, 2017).
Foto 17. Vista dorsal del adulto de Autoplusia gammoides., tanto del macho como de la hembra. Fuente: Elaboración propia.
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4.2.9.4. Clave pictórica de Autoplusia gammoides Blanchard, 1852
Figura 25. Vista dorsal del ala anterior y posterior del macho y la hembra, señalizando las ornamentaciones características de la especie de Autoplusia gammoides. Fuente: Elaboración propia.
4.2.9.5. Genitales de Autoplusia gammoides Blanchard, 1852
Genitalia masculina: uncus forma de cuchilla en forma, angulada y más ancha apicalmente, ampulla alargada con forma de dedo, corona con unas pocas setas grandes y yuxta tiene un proceso delgado y golpeado.
Foto 18: Genitalia masculina y fenenina de Autoplusia gammoides. Foto A y B de Genitalia masculina comparada con la foto C de © Christi Jaeger, MEM y Foto D y E de genitalia fenenina comparada con la foto F de © Christi Jaeger, MEM
4.2.9.6. Distribución geográfica
Se encuentra en toda América del sur. En chile está distribuida en Copiapó, Vicuña,
Marga-Marga, Santiago, Queltehues y Las Mercedes (Ureta, 1935).
A).-Perú: se encuentra presente en los valles del Sur del Perú, como Ite y Tacna
(Cortés. y Vargas, 1972). Es considerada como plaga de plantas medicinales (García y
Vicente, 2017).
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B).-Campiña de Arequipa: se encontró en los distritos de Uchumayo y Yura
4.2.10. Chrysodeixis includens (Walker, [1858]) anteriormente Pseudoplusia includes Walker 1857
4.2.10.1. Nombre común
Falso gusano medidor (Combe & Pérez, 1978).
4. 2.10.2. Ubicación Taxonómica
Según Lafontaine & Schmidt, 2010. La especie tiene la siguiente clasificación.
Familia: Noctuidae Latreille, 1809 Subfamilia: Plusiinae Boisduval, [1828] Tribu Argyrogrammatini Eichlin & Cunningham, 1978
Género: Chrysodeixis Hubner, 1821 Especie: includens (Walker, [1858])
Chrysodeixis includens ha recibido diferentes nombres a lo largo de los años, algunos de valor sinonímico, otros correspondientes a errores de identificación. (Fichetti 2007):
Pseudoplusia includes, Plusia includes, Phalaena oo, Plusia hamifera, Plusia binotula,
Plusia dyaus, Plusia pertusa, Plusia culta, Phytometra oo ab. Oonana y Autographa includes.
4. 2.10.3. Descripción
A).- Adulto: presenta una expansión alar de 32 a 40mm, de color marrón oscuro. Las alas anteriores tienen dos manchas plateadas cerca del centro del ala, que normalmente no se tocan entre sí, una circular y otra en forma de gancho. Las alas posteriores son de color marrón pálido y algo más oscuro sobre el margen externo. Se observa dimorfismo sexual, así
95
los machos son más pequeños. En posición de reposo se observan dos penachos, uno torácico muy notorio y otro abdominal (Sánchez y Apaza, 2000; Sánchez 2006; Navarro et al., 2009).
Foto 19. Vista dorsal del adulto de Chrysodeixis includens., tanto del macho como de la hembra. Fuente: Elaboración propia.
4. 2.10.4. Clave pictórica de Chrysodeixis includens (Walker, [1858])
Figura 26. Vista dorsal del ala anterior y posterior del macho y la hembra, señalizando las ornamentaciones características de la especie de Chrysodeixis includens. Fuente: Elaboración propia.
4.2.10.5. Genitales de Chrysodeixis includens (Walker, [1858])
Genitalia masculina: uncus largo y puntiagudo, ampulla corta, corona ensanchada y yuxta tiene un proceso delgado y alargado.
96
Foto 20: Genitalia masculina y fenenina de Chrysodeixis includens. Foto A y B de Genitalia masculina comparada con la foto C de © Kira Zhaurova, APHIS - St. Francis Co., Arkansas y Foto D y E de genitalia fenenina comparada con la foto F de © Anthony W. Thomas
4. 2.10.6. Distribución geográfica
Esta especie está restringida al Hemisferio Oeste, desde los Estados Unidos hasta el
Sur de América y Australia. El origen de esta especie no está claro, pero en muchas partes de los Estados Unidos, C. includens es conocida como una especie que realiza emigraciones anuales hacia los estados del norte. Florida, América Central, América del Sur y las islas del
Caribe, son reservorios de poblaciones para sobrevivir en el invierno (Palma et al., 2015).
A).-Perú: se distribuye con mediana infestación, sobretodo en la zona norte chico y en el sur, en cultivos de espárrago. Chrysodeixis includens se caracteriza por ser polífaga y puede ser encontrada desde los 430 a 1900 m de altitud. Ha sido encontrada defoliando aproximadamente 28 familias de plantas, pero posee una marcada preferencia por leguminosas, estando la soya presente en la mayoría de estas listas (Sánchez & Apaza, 2000),
(Núñez, 2008).
B).-Campiña de Arequipa: se encontró en los distritos de Uchumayo, Tiabaya y
Characato.
4.2.11. Trichoplusia ni (Hübner, [1803])
97
4.1.11.1. Nombres comunes
Gusano de la col, falso gusano medidor de la col o medidor de la col (Sánchez y
Vergara, 2003)
4.1.11.2. Ubicación Taxonómica
Según Lafontaine & Schmidt, 2010. La especie tiene la siguiente clasificación.
Familia: Noctuidae Latreille, 1809 Subfamilia: Plusiinae Boisduval, [1828] Tribu Argyrogrammatini Eichlin & Cunningham, 1978
Género: Trichoplusia Mc Dunnough, 1944 Especie: ni (Hübner, [1803])
Otros sinónimos encontrados con menor frecuencia son (Martínez; Barrios; Rovesti
& Santos, 2006): Plusia ni y Autographa brassicae.
4.1.11.3. Descripción
A).- Adulto: presenta una expansión alar de 30 a 38mm. En general el cuerpo es de color café grisáceo. Las alas anteriores son de color café moteado, tiene dos pequeñas manchas plateadas cerca de la parte media, una redonda y la otra en forma de U.; las alas posteriores son de color café pálido o café más cloro o bronceado (Sánchez & Vergara, 2003;
Martínez; Barrios; Rovesti & Santos, 2006).
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Foto 21. Vista dorsal del adulto de Trichoplusia ni., tanto del macho como de la hembra. Fuente: Elaboración propia.
4.1.11.4. Clave pictórica de Trichoplusia ni (Hübner, [1803])
. Figura 27. Vista dorsal del ala anterior y posterior del macho y la hembra, señalizando las ornamentaciones características de la especie de Trichoplusia ni. Fuente: Elaboración propia.
4.2.11.5. Genitales de Trichoplusia ni (Hübner, [1803])
Genitalia masculina: uncus largo y puntiagudo, ampulla corta en forma de punson, corona ensanchada con setas cortas y yuxta alargado en forma de V.
Foto 22: Genitalia masculina y fenenina de Trichoplusia ni. Foto A y B de Genitalia masculina comparada con la foto C de © Peter Hall y Foto D y E de genitalia fenenina comparada con la foto F de © Peter Hall
99
4.1.11.6. Distribución geográfica
Se encuentra distribuido desde Canadá hasta América del Sur, es una polilla cosmopolita y en Chile se encuentra desde la Región de Arica y Parinacota hasta la Región de Los Lagos. (Sánchez y Vergara, 2003; Olivares, Morán y Guzmán, 2017)
A).-Perú: según Sánchez & Vergara, 1998 se presenta en todos los lugares donde se siembra cultivos como frijol, algodonero, lechuga, espinaca, crucíferas, apio, perejil, berro, clavel, etc. Es de importancia secundaria en nuestro medio.
B).-Campiña de Arequipa: se encontró en los distritos de Cayma, Uchumayo,
Tiabaya y Characato.
4.2.12. Helicoverpa zea (Boddie, 1850)
4.1.12.1. Nombres comunes
Se conoce con muchos nombres comunes: gusano del maíz, gusano del fruto del tomate, gusano del algodón (Sherman, 1914; Laffoon, 1960; Burkett et al., 1983), o simplemente como “gusano” (Quaintance y Brues, 1905).
En la sierra del Perú el nombre vulgar con el cual conocen los agricultores es“Utuskuru”, Silwi”, “gusano choclero” (Catalán, 2012).
4.1.12.2. Ubicación Taxonómica
Hardwick (1965), separa esta especie taxonómicamente del género Heliothis al complejo del “gusano elotero” de maíz; Heliothis zea (Boddie), H. armigera (Hubner), H. obsoleta (Fabricius) y H. gelotopeon (Dyar), y los incluye en el género Helicoverpa, porque las estructuras de los órganos genitales de los machos de Helicoverpa poseen vesica alargada, helicoidal con numerosas vueltas y está provista de dentículos; en Heliothis es relativamente pequeña, con una o dos vueltas y sin dentículos; en hembras, Helicoverpa, el apéndice bursae
100
es considerablemente más largo que la bursa y más estrecho ; en Heliothis éste es lijeramente más largo que la bursa y de diamentro más o menos uniforme.
Según Lafontaine & Schmidt, (2010) la especie tiene la siguiente clasificación.
Familia: Noctuidae Latreille, 1809 Subfamilia: Heliothinae Boisduval, [1828] Género: Helicoverpa Hardwick, 1965 Especie: zea (Boddie, 1850)
Otros sinónimos encontrados con menor frecuencia son (SINAVIMO, 2015):
Heliothis zea, Heliothis armígera, Bombyx obsoleta, Chloridea obsoleta, Heliothis ochracea,
Heliothis umbrosa y Phalaena zea
4.1.12.3. Descripción
A).- Adulto: tiene una expansión alar de 25 a 42 mm. Las alas anteriores son de color café claro ferrugíneo, con ligeros tintes amarillos verdosos. Sobre el ala se distingue una mancha negra pequeña, ubicada en la parte superior del área postmediana y una banda gris que ocupa el área subapical y submarginal externa a lo largo de la cual ordenados en hilera, se observan ocho puntos negros diminutos. Las alas posteriores son de color amarillo con una banda parda en el extremo, carecen de mancha distal o es muy difusa. El tórax y el abdomen están cubiertos de pelos del mismo color que el primer par de alas (Gutiérrez, 2017).
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Foto 23. Vista dorsal del adulto de Helicoverpa zea., tanto del macho como de la hembra. Fuente: Elaboración propia.
4.1.12.4. Clave pictórica de Helicoverpa zea (Boddie, 1850)
Figura 28. Vista dorsal del ala anterior y posterior del macho y la hembra, señalizando las ornamentaciones características de la especie de Helicoverpa zea. Fuente: Elaboración propia.
4.2.12.5. Genitales de Helicoverpa zea (Boddie, 1850)
Genitalia masculina: uncus en forma de pico encurvado, ampulla alargada, corona setas largas y cortas y yuxta ovalada.
Foto 24. Genitalia masculina y fenenina de Helicoverpa zea. Foto A y B de Genitalia masculina comparada con la foto C de © Emilia Inés Balbi y Foto D y E de genitalia fenenina comparada con la foto F de © Chris Lewis
4.1.12.6. Distribución geográfica
El gusano elotero H. zea es una especie endémica de América del Norte (Flood et al.,
2005), se encuentra distribuido gran parte del Norte y Sudamérica (incluso Hawai), así como de las Indias Occidentales (Hardwick, 1965; Reed et al., 1986; Sharma et al., 2007).
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A).-Perú: está presente en Apurímac, Calcal, Acomayo y Cusco (Catalán, 2012;
Gutiérrez, 2017).
B).-Campiña de Arequipa: se encontró en los distritos de Uchumayo, Tiabaya,
Paucarpata y Characato.
4.2.13. Copitarsia corruda (Pogue y Simmons 2008)
4.2.13.1. Taxonómica
Según, Pogue (2014) la especie tiene la siguiente clasificación. Familia: Noctuidae Latreille, 1809
Subfamilia: Cuculliinae Herrich-Schäffer, [1850] Género: Copitarsia Hampson, 1906 Especie: corruda (Pogue y Simmons 2008)
Copitarsia corruda corresponde a C. decolora corruda descrita por Angulo y olivares
(2009)
4.2.13. 2. Descripción
A).- Adulto: tiene una expansión alar de 16 a 20mm. Las alas anteriores son de color castaño gris claro y en otras de color castaño gris oscuro, presentan una mancha orbicular circular castaño claro con un pequeño punto central, mancha reniforme castaño oscura con bordes castaño claro. Las alas posteriores, ventralmente son hialinas. El abdomen es de color castaño grisáceo.
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Foto 25. Vista dorsal del adulto de Copitarsia corruda., tanto del macho como de la hembra. Fuente: Elaboración propia.
4.2.13. 3. Clave pictórica de Copitarsia corruda (Pogue y Simmons 2008)
Figura 29. Vista dorsal del ala anterior y posterior del macho y la hembra, señalizando las ornamentaciones características de la especie de Copitarsia corruda. Fuente: Elaboración propia.
4.2.13.4. Genitales de Copitarsia corruda (Pogue y Simmons 2008)
En la genitalia masculina, la cúspide del uncus es puntiaguda, el clasper tiene un ápice recto o ligeramente convexo. La placa serrada lateral en la base de la vesica en el lado noncornuti es redondeado y bien desarrollado. El cornuti es más leve.
En la genitalia femenina, los lóbulos laterales de la Bursa de ostium no son tan grandes. La válvula tiene una corona.
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Foto 26. Genitalia masculina y fenenina de Copitarsia corruda. Foto A y B de Genitalia masculina comparada con la foto C de © Michael G. Pogue y Foto D y E de genitalia fenenina comparada con la foto F de © Michael G. Pogue
4.2.13. 5. Distribución geográfica
Pogue & Simmons (2008), indican que Copitarsia corruda se distribuye en Perú,
Ecuador y Colombia.
Según Sánchez y Sánchez (2008), indican que se encuentra distribuida desde México hasta América del Sur. Se la ha registrado que infestaron además a la alfalfa, papa, lechuga, col, coliflor, brócoli, acelga, betarraga, espinaca, frijol, pallar, holantao, alcachofa, pimientos, páprika, ají, algodón, yuyo, verdolaga, etc.
A).-En el Perú: está presente en el cultivo de alcachofa en Majes Pedregal.
B).-Campiña de Arequipa: se encontró en los distritos de Sabandia y Characato.
4.2.14. Copitarsia decolora (Guenée, 1852)
4.2.14.1. Nombres comunes
Gusano de la hoja de la cebolla (Sánchez y Vergara, 1998).
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4.2.14.2. Taxonómica
Según, Pogue (2014) la especie tiene la siguiente clasificación.
Orden: Lepidoptera Linnaeus, 1758
Superfamilia: Noctuoidea Latreille, 1809 Familia: Noctuidae Latreille, 1809 Subfamilia: Cuculliinae Herrich-Schäffer, [1850] Género: Copitarsia Hampson, 1906 Especie: Copitarsia decolora (Guenée, 1852)
En el año 2004, Simmons y Pogue designan a Copitarsia decolora (Guenée) como el nombre principal, donde Copitarsia turbata (Herrich – Schaffer), pasa a ser sólo un sinónimo. Otros Sinonimias dadas por Simmons et. Al. 2004 son: Polia turbata Eric –
Schäffer 1855, Copitarsia induta Hampson 1906, Agrotis hostilis Walter 1857, Copitarsia subsinata Walter Hampson 1906, Lycophotia margaritilla Dognin1916 y Copitarsia margaritiella Poole 1989.
4.2.14.3. Descripción
A).- Adulto: tiene una expansión alar de 13 a 18mm. Las alas anteriores son de color marrón claro a gris; líneas antemedial y postmedial, doble fila de líneas marrones en zigzag con blanco entre ellos; área basal con líneas marrones bien definidas, mancha reniforme marrón, contorno blanco; mancha orbicular color de fondo e interno blanco y margen exterior de color negro; margen exterior con manchas negras entre las venas alares; franja pardusca marrón. Alas posteriores fondo de color blanco; banda marrón marginal ancha; venas marrones hacia la ala marginal; franja marrón básicamente con remanentes blanco. (Simmons y Pogue, 2004).
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Foto 27. Vista dorsal del adulto de Copitarsia decolora., tanto del macho como de la hembra. Fuente: Elaboración propia.
4.2.14.4. Clave pictórica de Copitarsia decolora (Guenée, 1852)
Figura 30. Vista dorsal del ala anterior y posterior del macho y la hembra, señalizando las ornamentaciones características de la especie de Copitarsia decolora. Fuente: Elaboración propia.
4.2.14.5. Genitales de Copitarsia decolora (Guenée, 1852)
En la genitalia masculina, la cúspide del uncus es amplia, el clasper tiene un ápice de forma cóncava, truncado. La placa serrada lateral en la base de la vesica en el lado noncornuti esta reducido y aproximadamente la mitad del ancho de la placa de C. corruda. El cornuti es robusto.
En la genitalia femenina, los lóbulos laterales de la Bursa de ostium son mucho más grandes. La válvula tiene una corona
Foto 28. Genitalia masculina y fenenina de Copitarsia decolora. Foto A y B de Genitalia masculina comparada con la foto C de © Michael G. Pogue y Foto D y E de genitalia fenenina comparada con la foto F de © Michael G. Pogue
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4.2.14.6. Distribución geográfica
C. decolora se encuentra registrada en Venezuela, Uruguay, Perú, Colombia, Costa
Rica, Ecuador, Guatemala, México, Argentina, Chile (Angulo y Olivares 2003).
Copitarsia decolora es de origen chileno, pero con el paso del tiempo ha ido extendiendo su presencia en todo el continente americano, mediante movimientos migratorios ocasionados por el fototactismo positivo que al parecer, corresponde al comportamiento de orientación con la reflexión de la luz que tiene las diferentes fases de la luna (Tucker, 1983; Angulo & Olivares, 2003).
A).- En el Perú: es una de las plagas más importantes del cultivo de espárrago a nivel de campo, debido a los múltiples daños y pérdidas económicas que produce al alimentarse de follaje, tallos y turiones (Gonzales, 2008).
Según, Sánchez & Vergara, (1998).se presenta en los últimos años alimentándose de las hojas de la cebolla en la zona de Arequipa.
B).- Campiña de Arequipa: se encontró en los distritos de Uchumayo y Tiabaya
4.2.15. Noctuidae sp 1
4.2.15.1. Descripción
A).- Adulto: presenta una expansión alar de 27 a 32 mm. Las alas anteriores son de color negro brillante, de color hollín o marrón con un pequeño punto negro que marca las manchas orbiculares y reniformes. Las alas posteriores son blancas y se oscurecen gradualmente en el margen externo.
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Foto 29. Vista dorsal del adulto Noctuidae sp 1, tanto del macho como de la hembra. Fuente: Elaboración propia.
4.2.15.2. Genitales de Noctuidae sp 1
Foto 30: Genitalia masculina y femenina de Noctuidae sp 1. Fuente: Elaboración propia
4.2.15.3. Distribución geográfica
A).- Campiña de Arequipa: se encontró en el distrito de Sachaca.
4.2.16. Noctuidae sp 2
4.2.16.1. Descripción
A).- Adulto: presenta una expansión alar de 18 a 23 mm. Alas anteriores son de color gris oscuro con líneas resaltantes con manchas grises o negro más claras. Las alas posteriores oscuras.
Foto 31. Vista dorsal del adulto de Noctuidae sp 2, tanto del macho como de la hembra. Fuente: Elaboración propia.
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4.2.16.2. Genitales de Noctuidae sp 2
Foto 32: Genitalia masculina y femenina de Noctuidae sp 2. Fuente: Elaboración propia
4.2.16.3. Distribución geográfica
A).- Campiña de Arequipa: se encontró en los distritos de Characato y Mollebaya.
4.2.17. Noctuidae sp 3
4.2.17.1. Descripción
A).- Adulto: presenta una expansión alar de 33 a 40 mm. Alas anteriores presenta una mancha oscura que se extiende desde la base del ala hasta el punto discal y más allá un punto discal de color negro acentuado con blanco. Línea postmedial representada por una línea curva de puntos marrones oscuros indistintos. Una serie de puntos negros a lo largo del margen externo del ala. Las alas posteriores blancas con una serie de puntos negros alrededor del margen externo.
Foto33. Vista dorsal del adulto de Noctuidae sp 3, tanto del macho como de la hembra. Fuente: Elaboración propia.
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4.2.17.2. Genitales de Noctuidae sp 3
Foto 34: Genitalia masculina y femenina de Noctuidae sp 3. Fuente: Elaboración propia
4.2.17.3. Distribución geográfica
B).- Campiña de Arequipa: se encontró en el distrito de Paucarpata.
4.2.18. Noctuidae sp 4
4. 2.18.1. Descripción
A).- Adulto: presenta una expansión alar de 35 a 38 mm; Alas anteriores de color marrón oscuro o pálido, en la posbasal presenta una macha de forma claviforme, en el centro del ala presenta un circulo con una mancha oscura en su medio, la cual se une a un rectángulo alargado delgado de color oscuro o claro que une a otra mancha de forma arriñonado gris o negro y en el borde del margen externo una mancha oscura. Las alas posteriores son blancas con un fino borde oscuro en el margen externo.
Foto 35: Vista dorsal del adulto de Noctuidae sp 4, tanto del macho como de la hembra. Fuente: Elaboración propia.
4.2.18.2. Genitales de Noctuidae sp 4
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Foto 36: Genitalia masculina y femenina de Noctuidae sp 4. Fuente: Elaboración propia
4. 2.18.3. Distribución geográfica
A).- Campiña de Arequipa: se encontró en los distritos de Yura, Sabandia y
Characato.
4.2.19. Noctuidae sp 5
4. 2.19.1. Descripción
A).- Adulto: presenta una expansión alar de 30 a 35 mm. Alas anteriores son de color pálido a gris medio y moteado con pequeños puntos; líneas antemedio y postmedial delgadas, negras, irregulares (a veces débiles); la mancha reniforme contiene 3 puntos negros; la banda terminal oscura amplia se reduce rápidamente a un punto en el vértice. Las alas posteriores son blancas, excepto por una franja de color marrón oscuro a lo largo del borde del margen externo.
Foto 37. Vista dorsal del adulto de Noctuidae sp 5, tanto del macho como de la hembra. Fuente: Elaboración propia.
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4.2.19.2. Genitales de Noctuidae sp 5
Foto 38: Genitalia masculina y femenina de Noctuidae sp 5. Fuente: Elaboración propia
4.2.19.3. Distribución geográfica
A).- Campiña de Arequipa: se encontró en los distritos de Arequipa (Cercado),
Paucarpata y Characato.
4.2.20. Noctuidae sp 6
4. 2.20.1. Descripción
A).- Adulto: presenta una expansión alar de 30 a 40 mm. Alas anteriores de color gris oscuro o marrón pálido, con tres mancha de forma triangular negras continuas entre sí, que se originan en la parte basal del ala, mancha de forma semitriangular pequeña de color negro unida con una mancha pequeña de forma semicircular de color crema, la cual se une con otra mancha de color negra de forma rectangular y a su extremo una mancha de forma arriñonado de color crema. Macha de color oscura en el ápice del margen costal. Las alas posteriores son blancas con un fino borde oscuro en el margen externo.
Foto 39. Vista dorsal del adulto de Noctuidae sp 6., tanto del macho como de la hembra. Fuente: Elaboración propia.
113
4.2.20.2. Genitales de Noctuidae sp 6
Foto 40: Genitalia masculina y femenina de Noctuidae sp 6. Fuente: Elaboración propia
4. 2.20.3. Distribución geográfica
A).- Campiña de Arequipa: se encontró en el distrito de Characato.
4.2.21. Noctuidae sp 7
4. 2.21.1. Descripción
A).- Adulto: presenta una expansión alar que varía de 31 a 36mm. Alas anteriores café brillantes, con unas pocas escamas castaño claras en el lugar de la claviforme; reniforme, subtriangular delimitada en uno de sus costados con escamas amarillas y en el otro costado con escamas negras; orbicular, delimitada con escamas negras, desde la costa hacia la banda subasal, se ubica la raya basal representada por escamas negruzcas y algunas amarillas entre mezcladas; banda subterminal representada por algunos puntos amarillos delimitados por escamas negruzcas; flecos café. Alas posteriores con escamas castaño claras entremezcladas con escamas blanquecinas; borde anal con escamas castaño oscuras; faz inferior, con mancha discal redondeada cubierta por escamas café
114
Foto 41. Vista dorsal del adulto de Noctuidae sp 7, tanto del macho como de la hembra. Fuente: Elaboración propia.
4.2.21.2. Genitales de Noctuidae sp 7
Foto 42: Genitalia masculina y femenina de Noctuidae sp 7. Fuente: Elaboración propia
4. 2.21.3. Distribución geográfica
A).- Campiña de Arequipa: se encontró en los distritos de Paucarpata y Quequeña.
4.2.22. Noctuidae sp 8
4. 2.22.1. Descripción
A).- Adulto: presenta una expansión alar que varía de 28 a 30 mm. Alas anteriores de color pardo amarillento pálido, presenta una mancha alargada de forma lineal de color negro que va desde la base del ala hasta la parte discal, esta mancha negra se acentúa a continuación con otra mancha alargada negra acompañada de un pequeño punto negro en la parte posdiscal, en el borde del margen externo se observa una mancha oscura. Las alas posteriores son blancas con el borde del margen externo de color pardo oscuro.
115
Foto 43. Vista dorsal del adulto de Noctuidae sp 8., tanto del macho como de la hembra. Fuente: Elaboración propia.
4.2.22.2. Genitales de Noctuidae sp 8
Foto 44: Genitalia masculina y femenina de Noctuidae sp 8. Fuente: Elaboración propia
4. 2.22.3. Distribución geográfica
A).- Campiña de Arequipa: se encontró en el distrito de Uchumayo
4.2.23. Noctuidae sp 9
4. 2.23.1. Descripción
A).- Adulto: presenta una expansión alar que varía de 35 a 43mm. Alas anteriores con un patrón geométrico de color marrón ocre en forma de red sobre un fondo marrón oscuro, presenta una línea oblicua de color pajizo en el ápice parece ser la continuación de la línea posterior medial similar, líneas pálidas y oscuras está presente en la base del ala,
Alas posteriores presenta una franja tricolor con una base amarilla, una línea media gris y un borde blanco.
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Foto 45. Vista dorsal del adulto de Noctuidae sp 9., tanto del macho como de la hembra. Fuente: Elaboración propia.
4.2.23.2. Genitales de Noctuidae sp 9
Foto 46: Genitalia masculina y femenina de Noctuidae sp 9. Fuente: Elaboración propia
4.2.23.3. Distribución geográfica
A).- Campiña de Arequipa: se encontró en el distrito de Paucarpata
4.2.24. Noctuidae sp 10
4. 2.24.1. Descripción
A).- Adulto: presenta una expansión alar que varía de 18 a 23mm. Alas anteriores con un patrón geométrico de color marrón en forma de red sobre un fondo morado. El vértice del ala es ligeramente alargado y el margen exterior está ligeramente festoneado. El color de fondo es marrón violáceo. La base de la costa es franja de paja y marrón, el margen posterior es de color canela y el área terminal es de color gris púrpura excepto en el ápice. Un patrón complejo de líneas pálidas y oscuras está presente en la base del ala.
Alas posteriores presenta una franja tricolor con una base amarilla, una línea media gris y un borde blanco.
117
Foto 47. Vista dorsal del adulto de Noctuidae sp 10., tanto del macho como de la hembra. Fuente: Elaboración propia.
4.2.24.2. Genitales de Noctuidae sp 10
Foto 48: Genitalia masculina y femenina de Noctuidae sp 10. Fuente: Elaboración propia
4. 2.24.3. Distribución geográfica
A).- Campiña de Arequipa: se encontró en el distrito de Mollebaya
4.2.25. Noctuidae sp 11
4. 2.25.1. Descripción
A).- Adulto: presenta una expansión alar que varía de 25 a 29mm. Alas anteriores de color gris pálido con marcas más oscuras hacia la base, líneas oblicuas en al margen externo del ala de color negro, orbicula y remiforme trasparentes con sondras oscuras. Las alas posteriores son pálidas o gris oscuro.
118
Foto 49. Vista dorsal del adulto de Noctuidae sp 11., tanto del macho como de la hembra. Fuente: Elaboración propia.
4.2.25.2. Genitales de Noctuidae sp 11
Foto 50: Genitalia masculina y femenina de Noctuidae sp 11. Fuente: Elaboración propia
4. 2.25.3. Distribución geográfica
A).- Campiña de Arequipa: se encontró en el distrito de Paucarpata
4.2.26. Noctuidae sp 12
4. 2.26.1. Descripción
A).- Adulto: presenta una expansión alar que varía de 26 a 32mm. Alas anteriores de color gris pálido con marcas más oscuras hacia la base, líneas oblicuas en al margen externo del ala de color negro por lo general dos lineas, orbicula y remiforme bien notorias. Las alas posteriores son pálidas.
119
Foto 51 Vista dorsal del adulto de Noctuidae sp 12., tanto del macho como de la hembra. Fuente: Elaboración propia.
4.2.26.2. Genitales de Noctuidae sp 12
Foto 52: Genitalia masculina y femenina de Noctuidae sp 12. Fuente: Elaboración propia
4. 2.26.3. Distribución geográfica
A).- Campiña de Arequipa: se encontró en el distrito de Paucarpata
4.2.27. Noctuidae sp 13
4.1.27.1. Descripción
A).- Adulto: presenta una envergadura alar de 35 a 40 mm, la hembra es de color marrón y el macho gris verdoso. Alas anteriores con coloración amarillenta pajiza con una mancha arriñonada oscura más o menos visible en la parte central del ala y en su margen externo presenta una fila de pequeños puntos negros y blancos juntos. Alas posteriores de color más claro con una gran banda oscura distal y el margen externo con una mancha oscura.
120
Foto 53. Vista dorsal del adulto de Noctuidae sp 13., tanto del macho como de la hembra. Fuente: Elaboración propia.
4.2.27.2. Genitales de Noctuidae sp 13
Foto 54: Genitalia masculina y femenina de Noctuidae sp 13. Fuente: Elaboración propia
4.1.27.3. Distribución geográfica
A).-Campiña de Arequipa: se encontró en el distrito de Paucarpata.
4.2.28. Noctuidae sp 14
4.2.28.1. Descripción
A).- Adulto: tiene una expansión alar de 21 a 23mm. Las alas anteriores son de color gris pálido con rayas finas, la mancha claviforme anterior es visible como una línea curva en algunas muestras. El ala posterior es de color blanco opalescente, gris oscuro cerca del margen externo en los machos y más ancho en la mitad externa del ala en las hembras.
121
Foto 55. Vista dorsal del adulto de Noctuidae sp 14., tanto del macho como de la hembra. Fuente: Elaboración propia.
4.2.28.2. Genitales de Noctuidae sp 14
Foto 56: Genitalia masculina y femenina de Noctuidae sp 14. Fuente: Elaboración propia
4.2.28.3. Distribución geográfica
A).- Campiña de Arequipa: se encontró en los distritos de Uchumayo y Characato.
4.2.29. Noctuidae sp 15
4.2.29.1. Descripción
A).- Adulto: tiene una expansión alar de 14 a 17mm. Las alas anteriores son de color gris con alas alargadas, pero no puntiagudas. Las alas posteriores son usualmente de color blanco puro, o solo con un margen exterior oscuro.
Foto 57. Vista dorsal del adulto de Noctuidae sp 15, tanto del macho como de la hembra. Fuente: Elaboración propia.
122
4.2.29.2. Genitales de Noctuidae sp 15
Foto 58: Genitalia masculina y femenina de Noctuidae sp 15. Fuente: Elaboración propia
4.2.29.2. Distribución geográfica
A).- Campiña de Arequipa: se encontró en el distrito de Arequipa – Cercado.
4.2.30. Noctuidae sp 16
4.2.30.1. Descripción
A).- Adulto: presenta una expansión alar de aproximadamente 32 a 41mm. Las alas anteriores son de color marrón grisáceo con manchas marrones oscuras. Las alas posteriores son principalmente blancas con una mancha marrón hacia el borde.
Foto 59. Vista dorsal del adulto de Noctuidae sp 16, tanto del macho como de la hembra. Fuente: Elaboración propia.
4.2.30.2. Genitales de Noctuidae sp 16
Foto 60: Genitalia masculina y femenina de Noctuidae sp 16. Fuente: Elaboración propia
123
4.1.30.2. Distribución geográfica
A).-Campiña de Arequipa: se encontró en el distrito de, Chiguata.
4.2.31. Noctuidae sp 17
4.2.31.1. Descripción
A).- Adulto: presenta una expansión alar de aproximadamente 34 a 43 mm. Las alas anteriores son de color marrón grisáceo con manchas de color marrón oscuro, tienen una banda diagonal de color blanquecino pálido a amarillento en el área posbasal de las alas anteriores y posteriores, una gran mancha reniforme pálida en el área posdiscal del ala anterior. Las alas posteriores son en su mayoría blancas con una mancha marrón hacia margen externo tanto en el ángulo anal como en el ángulo apical.
Foto 61. Vista dorsal del adulto de Noctuidae sp 17., tanto del macho como de la hembra. Fuente: Elaboración propia.
4.2.31.2. Genitales de Noctuidae sp 17
Foto 62: Genitalia masculina y femenina de Noctuidae sp 17. Fuente: Elaboración propia
124
4.1.31.2. Distribución geográfica
A).-Campiña de Arequipa: se encontró en los distritos de, Sabandia, Quequeña y
Characato.
4.2.32. Noctuidae sp 18
4.2.32.1. Descripción
A).- Adulto: presenta una expansión alar de aproximadamente 30 a 40 mm. Las alas anteriores son de color café óscuro o gris, tienen una línea de color café oscuro o negro que las atravieza longitudinalmente, paralelo a esta línea los machos poseen en las alas anteriores cerca del extremo apical una serie de ocho puntos negros. Los machos se caracterizan por poseer pelos largos en forma de flecos, en el fémur, tibia y tarso de las patas posteriores, lo que los diferencia de las hembras.
Foto 63. Vista dorsal del adulto de Noctuidae sp 18., tanto del macho como de la hembra. Fuente: Elaboración propia.
4.2.32.2. Genitales de Noctuidae sp 18
Foto 64: Genitalia masculina y femenina de Noctuidae sp 18. Fuente: Elaboración propia
125
4.1.32.2. Distribución geográfica
A).-Campiña de Arequipa: se encontró en el distrito de, Chiguata.
4.2.33. Noctuidae sp 19
4.1.33.1. Descripción
A).- Adulto: tiene una expansión alar de 38 a 40 mm. Las alas anteriores presenta una gran mancha de color plata bilobulada rodeada por un parche de color café, la cual está acompañada con otra mancha reniforme plateada, en forma de coma, un pequeño punto negro dorsal y una línea terminal angosta a lo largo del margen exterior con un parche angosto en el centro. Las alas posteriores es gris a marrón con una banda marginal ligeramente más oscura
Foto 65. Vista dorsal del adulto de Noctuidae sp 19., tanto del macho como de la hembra. Fuente: Elaboración propia.
4.2.33.2. Genitales de Noctuidae sp 19
Foto 66: Genitalia masculina de Noctuidae sp 19. Fuente: Elaboración propia
126
4.1.33.2. Distribución geográfica
A).-Campiña de Arequipa: se encontró en el distrito de Uchumayo
4.2.34. Noctuidae sp 20
4. 2.34.1. Descripción
A).- Adulto: presenta una expansión alar que varía de 29 a 34 mm. Alas anteriores de color pálido u oscuro marrón ferruginoso, línea basal y antibasal amarillenta, líneas posmedial y terminal pardo ferruginoso, área basal con escamas de color pardo ferruginoso, el área posbasal amarillenta pálida, el área discal pardo ferruginoso y la parte del área posadiscal con escamas de color amarillenta pálida. Las alas posteriores son oscuras con el borde ancho del margen externo de color pardo oscuro.
Foto 67. Vista dorsal del adulto de Noctuidae sp 20., tanto del macho como de la hembra. Fuente: Elaboración propia.
4.2.34.2. Genitales de Noctuidae sp 20
Foto 68: Genitalia masculina de Noctuidae sp 20. Fuente: Elaboración propia
127
4. 2.34.3. Distribución geográfica
A).- Campiña de Arequipa: se encontró en el distrito de Tiabaya
4.2.35. Noctuidae sp 21
4.2.35.1. Descripción
A).- Adulto: presenta una expansión alar de 45 a 50 mm. Alas anteriores de color rojo pálido a marrón pálido y rosado, con manchas de color marrón más oscuro y una mancha central blanca. Las alas posteriores son blancas y se tornan marrón grisáceo hacia los márgenes (Breeland, 1958).
Foto 69. Vista dorsal del adulto de Noctuidae sp 21, tanto del macho como de la hembra. Fuente: Elaboración propia.
4.2.35.2. Genitales de Noctuidae sp 21
Foto 70: Genitalia masculina de Noctuidae sp 21. Fuente: Elaboración propia
4.2.35.3. Distribución geográfica
A).- Campiña de Arequipa: se encontró en los distritos de Characato, Jacobo
Hunter y Tiabaya.
128
4.2.36. Noctuidae sp 22
4.2.36.1. Descripción
A).- Adulto: es variable en la morfogénesis y la coloración con una envergadura de
30 a 40 mm. Las alas anteriores presenta una coloración que varía de marrón purpura a gris o amarillo marrón pálido, moteado de negro. Las posteriores son de color blanco con un margen marrón oscuro. Generalmente posee una línea diagonal distintivamente pálida, de borde oscuro, a través de las alas anteriores y posteriores
Foto 71. Vista dorsal del adulto de Noctuidae sp 22, tanto del macho como de la hembra. Fuente: Elaboración propia.
4.2.36.2. Genitales de Noctuidae sp 22
Foto 72: Genitalia masculina de Noctuidae sp 22. Fuente: Elaboración propia
4.2.36.3. Distribución geográfica
A).- Campiña de Arequipa: se encontró en el distrito de Uchumayo
129
CAPÍTULO V
CONCLUSIONES
Se llegando a capturar un total de 1025 especímenes. Teniendo como resultado la identificación de 14 especíes y 22 a nivel de familia.
La especie más abundante según los resultados, fue Agrotis ipsilon, dando como resultado un total de 71 especímenes capturados. La especie menos abundantes debido a la poca presencia de especímenes, fue Noctuidae sp 20, de acuerdo a los resultados obtenidos hubo una presencia de 6 especímenes capturados en seis meses. La zona de estudio con más especies registradas durante la investigación es el distrito de Characato con 212 especies y las zonas que registraron menos especies son los distritos de Jacobo Hunter con 14 y José
Luis Bustamante y Rivero con 0 especímenes capturados.
Entre las especies capturadas y identificadas, tanto de la trampa de luz y la malla entomológica, consideradas de importancia agrícola se encontraron a: Spodoptera eridania
(Cramer, 1784), Spodoptera frugiperda (J.E. Smith, 1797), Agrotis experta (Walker, 1869),
Agrotis ipsilon (Hufnagel, 1766), Agrotis malefida Guenée, 1852, Agrotis sp. Feltia sp, Feltia subterranea (Fabricius, 1794), Peridroma saucia (Hübner, [1808]), Chrysodeixis includens
(Walker, [1858]), Autoplusia gammoides Blanchard, 1852, Trichoplusia ni, Helicoverpa zea
(Boddie, 1850), Copitarsia corruda (Pogue y Simmons 2008) y Copitarsia decolora
(Guenée, 1852). Los adultos de estas especies fueron hallados en diversos hospederos.
130
CAPÍTULO VI
RECOMENDACIONES
Este trabajo aspira a servir como referencia, o punto de partida de otros más amplios que conduzcan a resolver el agudo problema que significan las especies de Familia Noctuidae para los principales cultivos.
Se recomienda que las muestras deban ser deportadas en el laboratorio, museo, etc.
Pare el mantenimiento de las muestras biológicas a estudiar, para una mayor facilidad al momento de realizar una identificacion. Acompañada de un buen montaje de las especies, para un mejor estudio de las caracteristicas morfología de las especies en estudio.
Es necesario realizar un estudio detallado de las especies presentes y establecer su ecología, biología, origen y distribución geográfica en la región de Arequipa, como también en todo el Perú.
Se recomienda que las capturas sean efectuadas no sólo en distintas estaciones del año sino también en el transcurso de varios años.
131
CAPÍTULO VII
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150
ANEXOS
1.- EVIDENCIAS FOTOGRÁFICAS
1.1.- Campos experimentales de la Campiña de Arequipa
151
152
1.2.- Instalación, localización, funcionamiento y monitoreo de las trampas de luz.
1.2.1.- Instalación
153
1.2.2.- Localización
1.2.3.- Funcionamiento
154
1.2.4.- Monitoreo
1.2.- Captura de adultos de Noctuidos con la malla entomológica.
155
1.2.1.- Localización
1.2.2.- Captura
1.2.3.- Muerte
156
1.3.- Identificación de muestras de adultos de Noctuidos.
1.3.1.- Montaje.
1.3.2.- Identificación por caracteristicas externas.
1.3.3.- Identificación por la disección de las genitalias
157
2 . - ANNOTATED CHECK LIST OF THE NOCTUOIDEA (INSECTA,
LEPIDOPTERA) OF NORTH AMERICA NORTH OF MEXICO (LISTA DE
VERIFICACIÓN ANOTADA DE LA NOCTUOIDEA (INSECTA, LEPIDOPTERA)
DE AMÉRICA DEL NORTE AL NORTE DE MÉXICO). J. DONALD LAFONTAINE
, B. CHRISTIAN SCHMIDT.
158
159
3. - MOTH PHOTOGRAPHERS GROUP AT THE MISSISSIPPI ENTOMOLOGICAL
MUSEUM AT THE MISSISSIPPI STATE UNIVERSITY (grupo de fotógrafos de polillas en el museo entomológico de mississippi en la universidad estatal de mississippi).
160
161