Khadija Jobim ______Tese De Doutorado Natal/RN, Junho De 2020 KHADIJA JOBIM

ESPÉCIES ESPOROCÁRPICAS DE FUNGOS MICORRÍZICOS ARBUSCULARES (FILO GLOMEROMYCOTA): TAXONOMIA, SISTEMÁTICA E EVOLUÇÃO

Khadija Jobim ______Tese de Doutorado Natal/RN, junho de 2020 KHADIJA JOBIM

ESPÉCIES ESPOROCÁRPICAS DE FUNGOS MICORRÍZICOS ARBUSCULARES (GLOMEROMYCOTA): TAXONOMIA, SISTEMÁTICA E EVOLUÇÃO

Tese apresentada ao Programa de Pós-graduação

em Sistemática e Evolução da Universidade

Federal do Rio Grande do Norte como requisito

parcial para obtenção do título de Doutorado em

Sistemática e Evolução.

Orientador: Bruno Tomio Goto

NATAL/ RN 2020

Universidade Federal do Rio Grande do Norte - UFRN Sistema de Bibliotecas - SISBI Catalogação de Publicação na Fonte. UFRN - Biblioteca Setorial Prof. Leopoldo Nelson - •Centro de Biociências - CB

Jobim, Khadija. Espécies esporocárpicas de fungos micorrízicos arbusculares (Glomeromycota): taxonomia, sistemática e evolução / Khadija Jobim. - Natal, 2020. 306 f.: il.

Tese (Doutorado) - Universidade Federal do Rio Grande do Norte. Centro de Biociências. Programa de Pós-graduação em Sistemática e Evolução. Orientador: Prof. Dr. Bruno Tomio Goto.

1. Micorrizas - Tese. 2. Diversidade - Tese. 3. Filogenia - Tese. 4. Florestas tropicais úmidas - Tese. 5. Glomerocarpo - Tese. I. Goto, Bruno Tomio. II. Universidade Federal do Rio Grande do Norte. III. Título.

RN/UF/BSCB CDU 582.28

Elaborado por KATIA REJANE DA SILVA - CRB-15/351

FOLHA DE APROVAÇÃO

ESPÉCIES ESPOROCÁRPICAS DE FUNGOS MICORRÍZICOS ARBUSCULARES (GLOMEROMYCOTA): TAXONOMIA, SISTEMÁTICA E EVOLUÇÃO

Tese apresentada ao Progrma de Pós-graduação

em Sistemática e Evolução da Universidade

Federal do Rio Grande do Norte como requisito

parcial para obtenção do título de Doutorado em

Sistemática e Evolução.

Área de concentração: Sistemática e Evolução.

Aprovada em: 31/03/2020.

BANCA EXAMINADORA

Dra. DANIELLE KARLA ALVES DA SILVA, UFPB Examinadora Externa à Instituição

Dr. RHUDSON HENRIQUE SANTOS FERREIRA DA CRUZ, UFOB Examinador Externo à Instituição

Dr. IURI GOULART BASEIA, UFRN Examinador Interno

Dra. PATRICIA OLIVEIRA FIUZA, UFRN Examinadora Interna

Dr. BRUNO TOMIO GOTO, UFRN Presidente

AGRADECIMENTOS

Agradeço primeiramente a Deus, pois tenho a certeza em minha fé Cristã, que Ele esteve sempre ao meu lado e me permitiu que trilhasse meus caminhos com amor, força, sempre me concedendo esperança e ânimo nos dias mais difíceis. Agradeço a minha família, por ser minha base de apoio, em todas as minhas necessidades, me amparando no que estava ao seu alcance. Agradeço ao meu companheiro de jornada, Paulo Fernandes da Costa Neto, quem tornou meus dias mais alegres desde o início da caminhada e me motivou a chegar até aqui, com muito amor. Também agradeço a toda sua família, principalmente Valdilécio, Antônia, Manoela e Rafael, que também foram minha base de apoio durante a minha caminhada e me proporcionaram momentos felizes, de paz e incentivo. Agradeço aos meus amigos, sejam da pós-graduação, dentro dos muros da universidade ou fora dela e cabem muitos, muitos nomes, e contabilizar todos seria missão difícil bem como me entristeceria deixar alguém de fora. Dessa forma, me resumo a agradecer a todos os que estiveram comigo, pelos bons momentos bons compartilhados. Em especial, porém, gostaria de destacar Karlla Danielle, Angélica Kaynne e Amanda Barreto. Agradeço ao meu orientador acadêmico, Bruno Tomio Goto, por ter me orientado desde os meus primeiros passos na iniciação científica até essa etapa final de doutorado. Por ter sempre confiado em mim, com muita paciência pelo meu processo de amadurecimento. Agradeço a minha equipe, Laboratório de Biologia de Micorrizas, a exatamente todos que participaram da composição desse laboratório, pois me ensinaram algo, seja em diferentes ocasiões e diferentes desdobramentos. Em especial, Juliana Lima, quem me acompanhou com maior proximidade no percurso do doutorado, me ajudando, como aluna de iniciação científica, e por quem tenho admiração em ver hoje, trilhando seus caminhos em breve rumo também ao doutorado. Destaco ainda Mariana, Xochitl, Juliana Leroy, Naasson, Heloísa, Stephania e Patrícia. Agradeço aos professores que passaram pela minha formação profissional, me orientaram ou receberam em suas instituições e me proporcionaram muito aprendizado! Noemia Kazue Ishikawa, quem me acolheu no Instituto de Pesquisas da Amazônia em

Manaus, junto ao seu aluno Fernando Andriolli e Nery, guia de campo, que me ajudaram durante minhas coletas na Reserva Florestal Adolpho Ducke. Professor Paulo Marinho, que me ajudou a trilhar meus primeiros passos na biologia molecular, e foi junto à bancada comigo para desenvolvermos os primeiros testes nessa vertente. Professor Janusz Błaszkowski, quem me guiou durante etapa essencial no doutorado na West Pomeranian University of Technology com paciência e muita dedicação, junto a sua aluna de doutorado Anna Kozłowska, que além do apoio no cotidiano de trabalho na bancada, também me proporcionou momentos muito felizes de imersão cultural em Szczecin, Polônia. Agradeço aos gestores da APA da Serra de Baturité e Flona Araripe, pelo acolhimento nas respectivas áreas de sede, oferecendo infraestrutura e atenção. Agradeço aos membros da banca de análise, professores Iuri, Danielle, Rhudson e Patrícia, por todas as considerações feitas para a realização deste trabalho. Por fim, agradeço a CAPES e ao CNPq, pela concessão da minha bolsa de doutorado e edital Universal, que me ajudaram com a realização das atividades necessárias para o projeto de tese.

DEDICATÓRIA

Dedico à Joana Bezerra da Silva (in memorian): nunca esquecerei seu último conselho em vida.

“A mente que se abre a uma nova ideia jamais voltará ao seu tamanho original.”

(Albert Einstein)

RESUMO

Os Fungos Micorrízicos Arbusculares (FMA) desempenham associação simbiótica mutualística com a maioria das espécies de plantas nos mais variados ecossistemas terrestres, contudo, as espécies esporocárpicas de FMA (os únicos representantes do grupo com estruturas macroscópicas) têm sido pouco investigadas e levadas em consideração nos inventários taxonômicos. Esse fato se atribui, principalmente, a restrições metodológicas. O uso do termo esporocarpo no filo Glomeromycota é controverso, tendo em vista a diversidade de linhagens que apresentam esse hábito, consequência da complexa morfologia encontrada no grupo, que até o presente momento não dispõe de uma análise ampla acerca dos caracteres informativos para a delimitação das espécies. Além disso, 77% das espécies reconhecidas como esporocárpicas foram descritas exclusivamente com base em dados de morfologia, fato que torna a sistemática filogenética desse grupo limitada. Dessa maneira, o presente estudo objetivou propor uma revisão morfológica e molecular das espécies de FMA esporocárpicas através da análise de dados morfológicos e de sequências de SSU, LSU e região ITS do DNA. Para isso, foram analisadas espécies depositadas em coleções institucionais e coletadas em áreas pertencentes aos domínios estratégicos como a Amazônia, Brejos de Altitude e Mata Atlântica. Um total de 64 espécimes provenientes das coleções institucionais foi revisado, dos quais seis constituíram emendas. Nas áreas amostradas, 17 espécies foram coletadas, das quais cinco representam espécies novas e um novo gênero para ciência. Os resultados obtidos permitiram elucidar aspectos da taxonomia, sistemática e evolução do grupo, incluindo uma delimitação do termo esporocarpo para o filo Glomeromycota, bem como fornecer registros de ocorrência para o país, descrições de táxons e acréscimo de dados para a criação de chaves de identificação.

PALAVRAS-CHAVE: micorriza, diversidade, filogenia, florestas tropicais úmidas, glomerocarpo.

ABSTRACT

Arbuscular Mycorrhizal Fungi (AMF) play a symbiotic mutualistic association with most plant species in the most varied terrestrial ecosystems, however, AMF sporocarp species (the only members of the group with macroscopic structures) have been little investigated and taken into account in the taxonomic studies. This fact is mainly attributed to methodological restrictions. The use of the term sporocarp in the Phylum Glomeromycota is controversial, considering diversity of species that present this habit, a consequence of the complex morphology found in the group, which up to the present moment does not have a comprehensive analysis about the informative characters for the delimitation of species. In addition, 77% of the species recognized as sporocarpous were included exclusively on the basis of morphology data, a fact that makes a phylogenetic systematic of this group limited. Thus, the present study aimed at a morphological and molecular review of the sporocarpous species of AMF through the analysis of morphological data and sequences of SSU, LSU and ITS region of DNA. For this, species deposited in institutional collections and collected in areas belonging to strategic domains such as the Amazon, ―Brejos de Altitude‖ and Atlantic Rainforest were analyzed. A total of 64 specimens from institutional collections were reviewed, of which six constituted emendations. In the sampled areas, 17 species were collected, of which five new species and a new genus for science. The results obtained allowed to elucidate aspects of the taxonomy, systematics and evolution of the group, including a delimitation of the term sporocarp for the film Glomeromycota, as well as the records of occurrence records for the country, descriptions of taxa and addition of data for use of keys identification.

KEYWORDS: mycorrhiza, diversity, phylogeny, tropical humid forests, glomerocarp.

LISTA DE FIGURAS

Figura 1: amostras de esporocarpos do filo Glomeromycota e gênero Endogone, filo Zygomycota...... 23 Figura 2: número de espécies esporocárpicas de FMA descritas de acordo com a fase da histórica da taxonomia de FMA sensu Goto (2009)...... 34 Figura 3: representação das espécies esporocárpicas de FMA na natureza e seus veículos de dispersão...... 51 Figura 4: localidade tipo das espécies que formam esporocarpo no filo Glomeromycota...... 52 Figura 5: número de espécies glomerocárpicas por família no filo Glomeromycota registradas no Brasil...... 57 Figura 6: ocorrência das espécies esporocárpicas no Brasil e sua distribuição em relação as fitofiosionomias estudadas da Mata Atlântica...... 57 Figura 7: áreas de amostragem das espécies esporocárpicas de FMA: Amazônia, Brejos de Altitude e Mata Atlântica...... 63 Figura 8: áreas de coleta...... 64 Figura 9: coleta de glomerocarpos. A - B: busca manual. C: amostra de solo analisada para busca...... 67 Figura 10: glomerocarpo: subcategorias...... 73 Figura 11: tipo de arranjo...... 74 Figura 12: cluster: subcategorias...... 74 Figura 13: tipo de hifa do perídio...... 75 Figura 14: peridiosporo...... 75 Figura 15: abrangência da cobertura do perídio...... 77 Figura 16: hifa intraesporocárpica...... 77 Figura 17: hifa do plexo central...... 78 Figura 18: obtenção do tamanho em glomerocarpos...... 79 Figura 19: variedade das formas observadas nos glomerocarpos...... 80 Figura 20: conteúdo citoplasmático...... 81 Figura 21: exsudato liberado por glomerocarpo...... 82 Figura 22: rizomorfa auxiliando glomerocarpo na adesão a substrato...... 82

Figura 23: presença/ ausência de perídio nos glomerocarpos. CP: com perídio; SP: sem perídio...... 83 Figura 24: variação na estrutura dos glomerocarpos...... 90 Figura 25: variação na estrutura dos clusters...... 90 Figura 26: variação no perídio...... 93 Figura 27: variação no peridiosporo...... 96 Figura 28: variação na estrutura gleba...... 99 Figura 29: hifa intraesporocárpica...... 102 Figura 30. variação na forma dos glomerocarpos...... 107 Figura 31: variação no conteúdo citoplasmático...... 110 Figura 32. rizomorfa...... 112 Figura 33: C. corymbiforme...... 115 Figura 34: D. achra...... 118 Figura 35: D. aurea...... 121 Figura 36: D. bernensis...... 124 Figura 37: D. compresa...... 126 Figura 38: D. difficilvidera...... 129 Figura 39: D. disticha...... 131 Figura 40: D. iranica...... 134 Figura 41: D. lithuanica...... 136 Figura 42: D. minuta...... 139 Figura 43: F. halonatum...... 142 Figura 44: G. ambisporum...... 146 Figura 45: G. badium...... 150 Figura 46: G. convolutum...... 153 Figura 47: G. coremoides...... 157 Figura 48: G. fuegianum...... 160 Figura 49: G. glomerulatum...... 162 Figura 50: G. herrerae...... 166 Figura 51: G. heterosporum...... 170 Figura 52: G. macrocarpum...... 174 Figura 53: G. melanosporum...... 177 Figura 54: G. mortonii...... 180 Figura 55: G. rubiforme...... 184

Figura 56: G. segmentatum...... 187 Figura 57: G. sinuosum...... 191 Figura 58: G. trufemii...... 194 Figura 59: R. fulva...... 198 Figura 60: R. megalocarpa...... 201 Figura 61: R. pulvinata...... 204 Figura 62: R. aggregatum...... 207 Figura 63: R. clarum...... 211 Figura 64: R. custos...... 214 Figura 65: R. fasciculatum...... 217 Figura 66: R. intrarradices...... 220 Figura 67: R. manihotis...... 223 Figura 68: R. microaggregatum...... 226 Figura 69: A. sporocarpia...... 229 Figura 70: G. clavisporum...... 232 Figura 71: G. microcarpum...... 235 Figura 72: G. nanolumen...... 239 Figura 73: G. radiatum...... 243 Figura 74: R. vesiculiferum...... 246 Figura 75: representatividade das espécies esporocárpicas sensu lato no Brasil...... 250 Figura 76: representatividade das espécies esporocárpicas sensu lato nas fitofisionomias brasileiras Amazônia, Brejos de Altitude e Mata Atlântica...... 250 Figura 77: relação entre evolução temporal e número de espécies de FMA descritas originalmente a partir de material oriundo do Brasil...... 254 Figura 78: árvore filogenética para S. amazonium (SSU-ITS-LSU)...... 257 Figura 79: árvore filogenética para S. amazonium (RPB1)...... 258 Figura 80: Sclerocarpum amazonicum...... 260 Figura 81: árvore filogenética para Dominikia sp. (18S-ITS-28S)...... 264 Figura 82: Dominikia sp. nov...... 266 Figura 83: árvore filogenética para Kamienskia sp. (18S-ITS-28S)...... 270 Figura 84: Kamienskia sp. nov...... 272 Figura 85: Glomus sp. nov...... 277 Figura 86: árvore filogenética para Rhizoglomus maiae (18S-ITS-28S)...... 281 Figura 87: R. maiae...... 283

Figura 88: Redeckera sp. nov...... 286

LISTA DE TABELAS

Tabela 1: Espécies esporocárpicas que compõem o Filo Glomeromycota...... 25 Tabela 2: Espécies esporocárpicas de FMA registradas nos biomas brasileiros: Amazônia, Caatinga, Cerrado, Mata Atlântica, Pampas e Pantanal...... 54 Tabela 3: Espécies obtidas através de empréstimos de coleções e status de revisão....70 Tabela 4: Espécies de FMA descritas originalmente a partir de material brasileiro....252

LISTA DE QUADROS

Quadro 1. Evolução temporal da classificação de FMA...... 37 Quadro 2. Informações coletadas das espécies revisadas tanto em coleções como obtidas em campo...... 68 Quadro 3. Desenvolvimento em cluster e em glomerocarpo nas espécies de FMA...... 85 Quadro 4. Variação das características do peridiosporo nas espécies de FMA...... 95 Quadro 5. Nível de cobertura por perídio exibida pela gleba das espécies de FMA que formam glomerocarpos: cobertura total (gleba angiocárpica), cobertura parcial e sem cobertura (gleba gimnocárpica)...... 97 Quadro 6. Espécies esporocárpicas sensu lato de FMA com plexo central documentado na descrição original, número de plexos e arranjo...... 100 Quadro 7. Variação do tamanho nas espécies de FMA que formam cluster e glomerocarpos...... 104 Quadro 8. Variação da forma nas espécies de FMA que formam glomerocarpos...... 105 Quadro 9. Conformação nas espécies de FMA que formam cluster...... 107 Quadro 10. Atributos do conteúdo citoplasmático em espécies esporocárpicas sensu lato de FMA...... 109 Quadro 11. Espécies encontradas nos domínios fitogeográficos inventariados: Amazônia, Brejos de Altitude e Mata Atlântica. RFAD = Reserva Florestal Adolpho Ducke (Manaus, AM); APAB = APA Baturité (Guramiranga, CE); FA = Flona Araripe (Crato, CE); PD = Parque das Dunas (Natal, RN) e ME = Mata Estrela (Baía Formosa, RN)...... 248

SUMÁRIO

1. REVISÃO DE LITERATURA...... 19

1.1. ASPECTOS GERAIS DO FILO GLOMEROMYCOTA...... 19

1.2. ESPÉCIES ESPOROCÁRPICAS DE FMA...... 20

1.2.1. SISTEMÁTICA...... 20

1.2.1.1. O termo esporocarpo e sua utilização no filo Glomeromycota: quem são as espécies esporocárpicas de FMA?...... 20

1.2.1.2. Evolução da classificação e da taxonomia alfa...... 32

1.2.1.3. O papel das revisões taxonômicas no estudo das espécies esporocárpicas do filo Glomeromycota...... 47

1.2.2. ECOLOGIA: PERFIL DA DISTRIBUIÇÃO GLOBAL...... 49

1.2.3. JUSTIFICATIVA...... 61

2. OBJETIVOS...... 62

2.1. Objetivo geral...... 62

2.2. Objetivos específicos...... 62

3. METODOLOGIA...... 63

4. RESULTADOS...... 62

4.1. REVISÃO TAXONÔMICA DAS ESPÉCIES ESPOROCÁRPICAS...... 69

4.1.1. Definição padronizada de caracteres morfológicos para espécies esporocárpicas de FMA e sua distribuição no grupo...... 69

4.1.2. Descrições dos acessos oriundos das coleções institucionais...... 112

4.1.2.1. Considerações gerais sobre o material utilizado...... 112

4.1.2.2. Análises compatíveis com descrições originais...... 112

4.1.2.3. Emendas...... 227

4.2. ESPÉCIES ESPOROCÁRPICAS NO BRASIL...... 248

4.2.1. Diversidade de esporocárpicas sensu lato em florestas úmidas brasileiras...... 248

4.2.2. Descrição de novos táxons brasileiros...... 255

5. CONCLUSÕES E PERSPECTIVAS...... 287

7. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS...... 288

19

1. REVISÃO DE LITERATURA

1.1. ASPECTOS GERAIS DO FILO GLOMEROMYCOTA

Os Fungos Micorrízicos Arbusculares (FMA) são organismos simbiônticos mutualísticos obrigatórios com raízes de plantas, isto é, necessitam estar associados a uma raiz fisiologicamente ativa que lhes forneça carboidratos e outros fatores para que eles possam crescer, esporular e completar seu ciclo de vida (STÜRMER; SIQUEIRA, 2013). Estão classificados no filo Glomeromycota, junto a Geosiphon pyriformis (Kütz.) F. Wettst., único representante do filo que forma associação com algas do gênero Nostoc (WETTSTEIN, 1915; SCHÜßLER et al., 2001). Atualmente, o filo compreende três classes, cinco ordens, 16 famílias, 44 gêneros e aproximadamente 322 espécies (SCHÜßLER et al., 2001; TEDERSOO et al., 2018; GOTO; JOBIM, 2019). Com ocorrência generalizada nos mais diferentes ecossistemas terrestres, dos trópicos até o ártico, esses organismos possuem baixa especificidade vegetal, podendo colonizar o córtex radicular de diversas espécies de plantas pertencentes desde briófitas, pteridófitas, gimnospermas e angiospermas (SMITH; READ 2008; STÜRMER; SIQUEIRA, 2013). Basicamente, o processo de colonização das raízes pelos FMA pode ser caracterizado principalmente pelo crescimento intracelular das hifas no tecido cortical e pela diferenciação de hifas intracelulares terminais em arbúsculos, estruturas efêmeras, responsáveis pela troca bidirecional de nutrientes entre os simbiontes, além da participação de outras estruturas próprias da associação, como vesículas e células auxiliares relacionadas ao armazenamento de nutrientes (BONFANTE-FASOLO, 1984; LAMBAIS, 1996; MAIA, 2010). Uma vez ocorrida a associação, o micélio externo do fungo desempenha a absorção dos nutrientes presentes no solo e os transporta para a raiz, de forma amplificada e melhor distribuída em relação a uma raiz não colonizada (SMITH; READ, 2008). Dentre os mais variados benefícios proporcionados por essa simbiose, pode-se destacar o incremento no crescimento da planta, mediante o aumento na absorção de nutrientes do solo, notadamente o P, que é o nutriente mais limitante para a produção agrícola nos trópicos devido a sua baixa disponibilidade nos substratos (MARSCHNE; DELL, 1994; LAMBAIS, 1996). A importância das micorrizas arbusculares para a melhoria da qualidade do sistema agrícola tem motivado estudos em diversas partes do mundo, tendo sido elucidada sua contribuição na recuperação de áreas degradadas 20

(KOSKE; GEMMA, 1997), sucessão ecológica dos ecossistemas (ROSE, 1988), seu papel como indicadores de qualidade ambiental para a avaliação de áreas impactadas (KOWALCHUK et al., 2002; RODRÍGUEZ-ECHEVERRÍA, 2006; OLIVEIRA et al., 2009), resistência a ataque de patógenos e presença de elementos minerais tóxicos (JACKSON; MASON, 1984) além da agregação e estabilidade do solo (BEENA et al., 2000). Os FMA são normalmente identificados pela morfologia dos seus esporos de resistência (glomerosporos), que apresentam alta diversidade estrutural (exemplo: variadas combinações de paredes, camadas, ornamentações e reações), embora atualmente, métodos moleculares, bioquímicos e imunológicos também tenham sido utilizados para identificar as diferentes espécies (WALKER, 1983; MORTON; REDECKER, 2001; GOTO; MAIA, 2006).

1.2. ESPÉCIES ESPOROCÁRPICAS DE FMA

1.2.1. SISTEMÁTICA

1.2.1.1. O termo esporocarpo e sua utilização no filo Glomeromycota: quem são as espécies esporocárpicas de FMA?

O termo esporocarpo (esporos = semente e carpo = fruto) significa ―esporos originados de um corpo de frutificação‖, definido no contexto do Reino Fungi como estruturas epígeas (acima da superfície do solo) ou hipógeas (abaixo da superfície do solo), contendo esporos e encobertas por uma rede de hifas, típicas de diferentes filos, como Acrasiomycota, Ascomycota, Basidiomycota, Glomeromycota e Mucuromycota (ALEXOUPOULOS et al., 1995; KIRK et al., 2008). KIRK et al. (2008) destaca ainda que o termo têm sido utilizado com ênfase em Acrasiomycota, Myxomycota e Endogonaceae. Em Mucoromycota, a formação de esporocarpos aparece como um caráter convergente entre diferentes táxons, como Mucorales (Modicella, Mortierellaceae), Endogonales (Endogone, Endogonaceae) e Glomales, antiga ordem a qual estavam compreendidos os FMA, com os gêneros Glomus e Sclerocystis em Glomaceae (MORTON; BENNY, 1990). Morfologicamente, representantes de Endogone 21 apresentam fortes similaridades com FMA, tanto em relação aos esporos produzidos como, por exemplo, formação de esporocarpos epígeos ou hipógeos, revestidos por perídio contendo em seu interior esporos embebidos em uma gleba, quanto por compartilharem de hábitos ecológicos similares, ocorrendo em substratos como serapilheira e troncos de árvores (Figura 1) (GERDEMANN; TRAPPE, 1974; THAXTER, 1922). Sabe-se atualmente, contudo, com forte apoio de evidências moleculares, que tais similaridades restringem-se a aspectos morfológicos superficiais, pois Endogonaceae e FMA pertencem a filos distintos, nos quais os esporocarpos de FMA produzem esporos exclusivamente assexuados, ao passo que representantes de Endogonaceae, pertencentes ao filo Zygomycota, desenvolve esporocarpos com reprodução sexuada, com desenvolvimento de estruturas especializadas próprias para essa finalidade (MORTON; BENNY, 1990). Para o filo Glomeromycota, o termo esporocarpo tem sido utilizado de maneira ampla e confusa, se referindo desde estruturas complexas e compactas, como estruturas menos complexas, ora referidas como ―clusters‖, ora também como esporocarpos (GOTO;MAIA, 2006). Shenck e Perez (1990) definem esporocarpo como uma estrutura em que os glomerosporos se desenvolvem em conglomerados que podem ser cercados ou não por um perídio e que abrange desde espécies que possuem um arranjo complexo da estrutura (exemplo: Sclerocystis spp.) como espécies que possuem arranjos menos complexos (exemplo: Rhizoglomus fasciculatus (Thaxt.) C. Walker & A. Schüßler). Na literatura especializada, o termo é adotado sob uma interpretação geral, considerando a presença de arranjos primários e secundários. Um arranjo primário é caracterizado por: a) formação do glomerosporos envelopados por uma rede de hifas, que podem apresentar-se desde compactas a frouxamente entrelaçadas, podendo ser distinguidos arranjos não organizados (exemplo: Glomus macrocarpum Tul. & C. Tul.) ou arranjos organizados (exemplo: Glomus radiatum (Thaxt.) Trappe & Gerd.) (BERCH; FORTIN, 1983) ou b) associação de um ou mais glomerosporos formados a partir de uma ou mais hifas (GERDEMANN; TRAPPE, 1974; TRAPPE; SCHENCK, 1982; BERCH; FORTIN, 1983; GOTO; MAIA, 2005). O termo ―cluster‖ é reservado para arranjo secundário de glomerosporos dentro do esporocarpo, como é o caso de muitos representantes do gênero Rhizoglomus, nos quais os glomerosporos estão agrupados basicamente ao redor de uma hifa ramificada ou rede de hifas. A aplicação de terminologias para estruturas que possuam singularidade biológica é uma etapa básica e importante para o reconhecimento, delimitação de sua 22 natureza e diferenciação perante outras estruturas. No início dos estudos taxonômicos sobre FMA, a terminologia aplicada para designar os esporos de FMA variava de acordo com autor, com vários nomes utilizados para se referir a essas estruturas, como clamidósporos, conídios, esporóforos, azigosporos ou simplesmente esporos (GOTO; MAIA, 2006). Todavia, a exceção do termo generalista ―esporo‖, os demais foram concebidos para nomear estruturas de resistência com reprodução sexuada, enquanto, para FMA, a reprodução sexual ainda é alvo de controvérsias e, portanto, meramente especulativa (SMITH; READ, 2008). Com a proposição do filo Glomeromycota por Schüßler et al. (2001), Goto e Maia (2006) propuseram a nomenclatura ―glomerosporo‖ para os esporos produzidos pelos glomeromicetos, compatível, assim, com a sua natureza singular dentro do Reino Fungi, tal como os ascoporos produzidos por membros de Ascomycota e basidiósporos por Basidiomycota. Os glomerosporos apresentam alta variedade estrutural, representando a unidade taxonômica básica da identificação dos FMA, comumente identificadas por sua morfologia, embora, atualmente, métodos moleculares, bioquímicos e imunológicos também tenham sido utilizados para identificar as diferentes espécies (MORTON; REDECKER, 2001). Consistem ainda, as maiores estruturas de resistência do Reino Fungi, variando desde 15 μm a 1080 μm em diâmetro (GOTO; MAIA, 2005), sendo encontrados isoladamente no solo ou em agregados, sendo esses últimos referidos como esporocarpos (ALEXOPOULOS et al., 1995; GOTO; MAIA, 2005; GOTO 2009). Outra iniciativa em reconhecer a singularidade das estruturas desenvolvidas por membros de FMA trata-se da proposição do termo ―glomerocarpo‖, utilizado para se referir aos corpos de frutificação (esporocarpos strictu sensu), hipógeo ou epígeo, formados por espécies do filo Glomeromycota (JOBIM et al., 2019a). Considerando que esporocarpo consiste em um termo génerico amplamente aplicado a qualquer grupo de fungos, causando uma imprecisão conceitual sobre o uso do termo no filo, que inclui desde espécies que formam glomerosporos abundantemente ou menos intensamente em aglomerados as espécies que desenvolvem corpos frutíferos compactos, diagnosticados macroscopicamente em condições de campo, Jobim et al. (2019a) propuseram o termo a fim de discernir espécies que esporulam unidas por um arranjo de hifas das espécies que formam massas compactas. Das 322 espécies descritas para o filo Glomeromycota, um total de 227 espécies se desenvolve apenas isoladamente no solo (não esporocárpicas) e 94 espécies esporocárpicas (formação de clusters e/ou glomerocarpos). Constituindo cerca de 30% 23 das espécies que compõe o filo Glomeromycota, as espécies esporocárpicas apresentam ampla distribuição por diferentes taxa do filo, estando atualmente distribuídas dentro de duas classes, três ordens, cinco famílias e 17 gêneros (Tabela 1). Essa ampla ocorrência no filo Glomeromycota, perpassando de vários gêneros a ordens distintas, sugere um possível estado convergente dentro dos FMA, fato já apontado pela literatura prévia (MORTON; BENNY, 1990). Todavia, a maioria das espécies que formam clusters e/ ou glomerocarpos permanecem sem uma análise filogenética, impedindo verificar suas relações de parentesco. Mesmo na taxonomia básica, um importante ponto de partida para consolidar as bases informativas do grupo, a despeito de todos os avanços construídos na taxonomia e sistemática de Glomeromycota, nenhum estudo se dedicou a realizar uma avaliação sobre a complexidade e interpretação dos caracteres taxonômicos elucidativos para essas espécies.

Figura 1. Amostras de esporocarpos do filo Glomeromycota e gênero Endogone, filo Zygomycota. A - Serrapilheira da FLONA Araripe, Crato, CE, no qual foram encontrados 93 glomerocarpos de R. fulva. B – C - Glomerocarpo de R. fulva D. Glomerocarpos de G. radiatum, barra de escala = 2 mm. E – G - 24

Glomerocarpo de espécies de Endogone, encontradas em coletas realizadas durante o desenvolvimento desta tese: corpo de frutificação composto por perídio (pe.), gleba (g) e esporos (e) embebidos na gleba; barra de escala – 0,5, 0,2, 05, 0, 1 mm, respectivamente. H – I - Esporos de do acesso OSC #152457 (Oregon Herbarium, Oregon, EUA), analisado durante a revisão de tese: apesar de depositada como espécie de FMA, a presença de gametângio (ga.) nos esporos indica que a espécie trata-se provavelmente de membro representante ou afim com o gênero Endogone, filo Zygomycota; barra de escala = 10 e 10 μm, respectivamente.

25

Tabela 1 – Espécies esporocárpicas reportadas para o Filo Glomeromycota.

Classe Ordem Família Gênero Espécie Archaoesporomycetes Archaesporales Archaeosporaceae Archaeospora Archaeospora myriocarpa (Spain, Sieverd. & N.C. Schenck) Oehl, G.A. Silva, B.T. Goto & Sieverd. Glomeromycetes Diversisporales Acaulosporaceae Acaulospora Acaulospora sporocarpia S.M. Berch Diversisporaceae Diversispora Diversispora epigaea (B.A. Daniels & Trappe) C. Walker & A. Schüssler Diversispora sporocarpia Chachuła, Mleczko, Zubek, Niezgoda, A. Kozłowska, Jobim, B.T. Goto & Błaszk. Diversispora tenera (P.A. Tandy emend. McGee) Oehl, G.A. Silva & Sieverd. Diversispora versiformis (P. Karst.) Oehl, G.A. Silva & Sieverd. Redeckera Redeckera avelingiae (R.C. Sinclair) Oehl, G.A. Silva & Sieverd. Redeckera canadensis (Tha1t.) Gerd. & Trappe Redeckera fragilis (Berk. & Broome) Oehl, G.A. Silva & Sieverd. Redeckera fulva (Berk. & Broome) C. Walker & A. Schüssler Redeckera megalocarpa (D. Redecker) C. Walker & A. 26

Schüssler Redeckera pulvinata (Henn.) C. Walker & A. Schüssler Entrophosporaceae Viscospora Viscospora viscosa (T.H. Nicolson) Sieverd., Oehl & F.A. Souza Glomeraceae Dominikia Dominikia achra (Błaszk., D. Redecker, Koegel, Schützek, Oehl & Kovács) Błaszk., Chwat & Kovács Dominikia aurea (Oehl & Sieverd.) Blaszk. Chwat, G.A. Silva & Oehl Dominikia bernensis Oehl, Palenz., Sánchez-castro & G.A. Silva Dominikia compressa (Sieverd., Oehl, Palenz., Sánchez-Castro & G.A. Silva) Oehl, Palenz., Sánchez-Castro & G.A. Silva Dominikia difficilevidera Błaszk., Góralska & Chwat Dominikia disticha Błaszk., Chwat & Kovács Dominikia duoreactiva Błaszk., Góralska & Chwat Dominikia indica (Błaszk., Wubet & Harikumar) Błaszk. Dominikia lithuanica Błaszk., Chwat & Góralska Dominikia iranica (Błaszk., Kovács & Balázs) Błaszk., Chwat & Kovács Dominikia minuta (Błaszk., Tadych & Madej) Błaszk., Chwat 27

& Kovács Funneliformis Funneliformis coronatum (Giovann.) C. Walker & A. Schüßler Funneliformis halonatum (S.L. Rose & Trappe) Oehl, G.A. Silva & Sieverd. Funneliformis monosporus (Gerd. & Trappe) Oehl, G.A. Silva & Sieverd. Funneliformis mosseae (T.H. Nicolson & Gerd.) C. Walker & A. Schüßler Glomus Glomus ambisporum G.S. Sm. & N.C. Schenck Glomus arborense McGee Glomus atrouva McGee & Pattinson Glomus australe (Berck.) S.M. Berch Glomus badium Oehl, D. Redecker & Sieverd. Glomus botryoides F.M. Rothwell & Victor Glomus canum McGee Glomus cerebriforme McGee Glomus clavisporum (Trappe) R.T. Almeida & N.C. Schenck Glomus convolutum Gerd. & Trappe Glomus coremioides (Berk. & Broome) D. Redecker & Joseph Morton 28

Glomus cuneatum McGee & A. Cooper Glomus fuegianum (Speg.) Trappe & Gerd. Glomus glomerulatum Sieverd. G. herrerae Torre-Arias, E. Furrazola & B. T. Goto Glomus heterosporum G.S. Sm. & N.C. Schenck Glomus macrocarpum Tul. & C. Tul. Glomus melanosporum Gerd. & Trappe Glomus microcarpum Tul. & C. Tul. Glomus mortonii Bentiv. & Hetrick G. nanolumen Koske & Gemma Glomus pachycaule (C.G. Wu & Z.C. Chen) Sieverd. & Oehl Glomus pallidum I.R. Hall Glomus pansihalos S.M. Berch & Koske Glomus pellucidum McGee & Pattinson Glomus radiatum (Thaxt.) Trappe & Gerd. Glomus rubiforme (Gerd. & Trappe) R.T. Almeida & N.C. Schenck Glomus segmentatum Trappe, Spooner & Ivory Glomus sinuosum Gerd. & B.K. Bakshi Glomus taiwanensis (C.G. Wu & Z.C. Chen) R.T. Almeida & 29

N.C. Schenck e1 Y.J. Yao Glomus tenebrosum (Thaxt.) S.M. Berch Glomus tetrastratosum Błaszk., Chwat & Góralska Glomus trufemii B.T. Goto, G. A. Silva & Oehl Glomus warcupii McGee Microdominikia Microdominikia litorea (Błaszk. & Kozłowska) Oehl, Corazon- Guivin & G.A. Silva Kamienskia Kamienskia bistrata (Błaszk., D.Redecker, Koegel, Symanczik, Oehl & Kovács) Błaszk., Chwat & Kovács Microkamienskia Microkamienskia divaricata (Błaszk., Chwat & Góralska) Corazon-Guivin, G.A. Silva & Oehl Microkamienskia perpusilla (Blaszk. & Kovács) Corazon- Guivin, G.A. Silva & Oehl Microkamienskia peruviana Corazon-Guivin, G.A. Silva & Oehl Nanoglomus Nanoglomus plukenetiae Corazon-Guivin, G.A. Silva & Oehl Orientoglomus Orientoglomus emiratium (Błaszk., Kozłowska, Mullath, AlDhaheri & Al-Yahya’ei) G.A. Silva, Oehl & Corazon-Guivin Rhizoglomus Rhizoglomus aggregatum (N.C. Schenck & G.S. Sm.) Sieverd., G.A. Silva & Oehl 30

Rhizoglomus antarticum (Cabello) Sieverd., G.A. Silva & Oehl Rhizoglomus arabicum (Błaszk., Symanczik & Al-Yahya'ei) Sieverd., G.A. Silva & Oehl Rhizoglomus clarum (T.H. Nicolson & N.C. Schenck) Sieverd., G.A. Silva & Oehl Rhizoglomus custos (C. Cano & Dalpé) Sieverd., G.A. Silva & Oehl Rhizoglomus dalpea Błaszk., Piątek, Yorou, Zubek, Jobim, Niezgoda & B.T. Goto Rhizoglomus fasciculatum (Tha1t.) Sieverd., G.A. Silva & Oehl Rhizoglomus intraradices (N.C. Schenck & G.S. Sm.) Sieverd., G.A. Silva & Oehl Rhizoglomus invermaium (I.R. Hall) Sieverd., G.A. Silva & Oehl Rhizoglomus irregulare (Blaszk., Wubet, Renker & Buscot) Sieverd., G.A. Silva & Oehl Rhizoglomus maiae Jobim, Błaszk., Niezgoda & B.T. Goto Rhizoglomus manihotis (R.H. Howeler, Sieverd. & N.C. Schenck) Sieverd., G.A. Silva & Oehl Rhizoglomus microaggregatum (Koske, Gemma & P.D. Ole1ia) 31

Sieverd., G.A. Silva & Oehl Rhizoglomus natalense Błaszk., Chwat & B.T. Goto Rhizoglomus proliferus (Dalpé & Declerck) Sieverd., G.A. Silva & Oehl Rhizoglomus variabile Corazon-Guivin, Oehl & G.A. Silva Rhizoglomus venetianum Oehl, Turrini & Giovann. Rhizoglomus vesiculiferum (Thaxt.) Błaszk., Kozłowska, Niezgoda, B.T. Goto & Dalpé Rhizoglomus silesianum Magurno, Niezgoda, Malicka, Jobim, B.T. Goto & Błaszk. Sclerocarpum Sclerocarpum amazonicum Jobim, Błaszk., Niezgoda, A. Kozłowska & B.T. Goto Septoglomus Septoglomus africanum (Blaszk. & Kovács) Sieverd., G.A. Silva & Oehl Septoglomus jasnowskae Błaszk., Chwat & Ryszka Septoglomus nigrum Oehl, Sánchez-Castro, Palenzuela & G.A. Silva

32

1.2.1.2. Evolução da classificação e da taxonomia alfa

O marco dos estudos das espécies esporocárpicas consolidou-se com os trabalhos de Tuslane e Tuslane (1844), com a descrição de G.s macrocarpum e G. microcarpum, descritas originalmente para o gênero Endogone, família Endogonaceae. Bucholtz, em 1912, forneceu uma compilação da ocorrência e variação nessa espécie, indicando que G. macrocarpum constituía o mais frequente e variável membro do gênero (THAXTER, 1922). Essa observação, contudo, era resultado da escassez de amostragem e representatividade das coleções para subsidiar estudos taxonômicos comparativos, conforme destacado por Gerdermann e Trappe (1974). Os autores apontaram também a necessidade de um estudo detalhado das relações dentro dessa espécie, junto a R. fasciculatum e G. microcarpum, comumente utilizadas nas pesquisas básicas e aplicadas sobre FMA (GERDERMANN; TRAPPE, 1974). A despeito de sua descrição original vaga (TULASNE; TULASNE, 1845), nenhum trabalho havia se disposto a designar um lectótipo, gerando uma imprecisão taxonômica sobre a avaliação e interpretação de táxons relacionados, até a espécie ser tipificada por Berch e Fortin (1983). Os próprios irmãos Tulasne e Tulasne (1851), em trabalho subsequente, se dedicaram a providenciar uma redescrição de G.macrocarpum e G. microcarpum com mais detalhes e providenciaram uma prancha ilustrativa no trabalho. Posteriormente, Bucholtz (1912) revisaram G. macrocarpum e forneceram uma sumarização das variações biométricas dos tamanhos dos glomerosporos para os espécimes dos Tulasne. A partir dessa delimitação mais precisa da entidade, foi possível segregar uma série de variedades que não consistiam em G. macrocarpum com base nas características da composição da parede, ornamentação, tipo de oclusão do poro e diâmetro e forma da hifa de sustentação dos glomerosporos. Ao mesmo tempo, foi possível sinonimizar espécies de Endogone previamente descritas como entidades distintas, por Gerdemann e Trappe (1974): Endogone macrocarpa (Tul. & C. Tul.) Tul. & C. Tul., Endogone australis Berk., Paurocotylis fulva var. zaelandica Cooke, Endogone versiformis P. Karst., Endogone pampaliniana Bacc., Endogone tenebrosa Thaxt., Endogone guttulata E. Fisch. e Endogone nuda Petch. G. australe, G. versiforme e G. tenebrosum foram posteriormente elevadas ao status de espécie por Berch e Fortin (1983), bem como designaram, a partir de exemplar dos Tulasne oriundo de Touraine, França, lectótipo para G. macrocarpum. 33

Berch e Fortin (1984) também se dedicaram a designar um lectótipo para G. microcarpum, uma vez que, apesar de Tulasne e Tulasne (1951) proverem uma redescrição detalhada e bem ilustrada, não indicaram o holótipo da coleção. Diante disso, Berch e Fortin (1984) optaram por tipificar exemplar de Bois de Boulogne, França como lectótipo, considerando suas condições bem preservadas e compatibilidade da morfologia dos seus glomerosporos com as ilustrações de Tulasne e Tulasne (1851). Foi possível também confirmar Endogone neglecta Rodway como fungo sinônimo da espécie, conforme já determinado por Gedermann e Trappe (1974) e compara-la com G. macrocarpum e R. fasciculatum, discriminando suas faixas de variações biométricas, dentre outros aspectos taxonômicos como presença/ ausência de perídio e gleba, arranjo, composição da parede e forma. Essa iniciativa foi importante para esclarecer a suposição levantada por Gerdemann e Trappe acerca de R. fasciculatum, G macrocarpum e G. microcarpum constituírem uma série contínua de tamanhos de glomerosporos, fato rejeitado por Berch e Fortin (1984) a partir do exame das características dos lectótipos. O período posterior ao marco da descrição das duas primeiras espécies de FMA foi caracterizado pelas descrições exclusivas de espécies esporocárpicas, contudo, as descrições de espécies esporocárpicas (atualmente reconhecidas com pertencentes ao filo Glomeromycota), eram lançadas com grande intervalo de tempo: Redeckera fulva (originalmente descrita como Paurocotylis fulva) foi descrita 29 anos depois das espécies G. microcarpum e G. macrocarpum. Cerca de uma década após, Diversispora versiformis e G. pansihalos (= Endogone versiformis) foram publicadas, e somente depois de 35 anos, novas espécies foram descobertas e descritas. Tal fato se atribui a vários fatores, desde o próprio status de inicialização desse campo de estudos e advento do interesse dos naturalistas da época, o número de taxonomistas envolvidos bem como a natureza ecológica do grupo que demanda uma busca difícil e minunciosa que, segundo Gerdemann e Trappe (1974), a obtenção também está relacionada com o acaso, com a busca pela análise da serapilheira e demais substratos acima do solo e mesmo da experiência do coletor, que se consolida a medida que o pesquisador desenvolve experiência ao longo das expedições e aprende a visualiza-las em ambientes similares, desenvolvendo então o que Gerdemann e Trappe (1974) chamam de ―instinto hipógeo‖. Um vez que esse método demanda bastante tempo para o sucesso na obtenção de espécimes, certamente desencoraja a busca por esses organismos (JOBIM et al., 2019a). 34

Um reflexo disso pode ser constatado quando se analisa o curso da evolução das descrições de espécies esporocárpicas ao longo do tempo. Com o advento da técnica de peneiramento úmido e decantação de Gedermann e Nicholson (1963), a descrição e buscas por espécies esporocárpicas tem decaído substancialmente em relação as descrições de espécies não esporocárpicas (Figura 2). Para delimitação temporal, foi escolhida a análise realizada por Goto (2009) sobre história da taxonomia de FMA, a qual reconhece cinco fases históricas: 1): 1844 – 1962: pré-história da taxonomia de FMA ou era dos esporocarpos; 2) 1963 – 1974: inclusão de espécies não esporocárpicas nos estudos, culminando na revisão proposta por Gerdemann e Trappe (1974); 3) Desenvolvimento dos estudos microultraestruturais; 4) Desenvolvimento dos estudos ontogenéticos e 5) Período de 2000 ao atual, marcado fortemente pela inclusão e aperfeiçoamento de técnicas moleculares.

Evolução temporal das descrições de espécies de FMA

180 160 140 120 100 Espécies esporocárpicas sensu lato 80 Espécies não 60 esporocárpicas 40 20 0 1844 - 1863 - 1974 - 1984 - 2000 - 1962 1974 1983 1999 atual

Figura 2. Número de espécies esporocárpicas de FMA descritas de acordo com a fase da histórica da taxonomia de FMA sensu Goto (2009).

Como consequência dos avanços dos estudos moleculares, notadamente das análises filogenéticas, as últimas décadas possibilitaram inúmeros avanços na compreensão da sistemática e evolução dos FMA. Nesse cenário, a taxonomia, sistemática e evolução dos FMA têm fomentado intensas discussões devido a constante descrição de novas espécies, assim como, pelas revisões taxonômicas em curtos 35 períodos de tempo (BŁASZKOWSKI 2012; GOTO et al., 2012; OEHL et al., 2008, 2011; SIEVERDING et al., 2014; SPATAFORA et al., 2016; TEDERSOO et al., 2018). De um cenário inicial de dois gêneros (Endogone e Sclerocystis), agrupados na ordem Mucorales (THAXTER, 1922), o aumento na representatividade de taxa tem se elevado substancialmente, esclarecendo, passo a passo, o cenário de alta diversidade filogenética percorrida por essa linhagem de fungos (Quadro 1). Naturalmente, o número de clados que incluem representantes de espécies esporocárpicas também tem aumentado expresivamente, porém como um reflexo da atenção global dedicada ao grupo, fortemente ancorada na metodologia de Gedermann e Nicholson (1963), que favorece o recolhimento de espécies não esporocárpicas e poucos são os avanços no tocante a revisões taxonômicas voltadas para uma análise desse particular grupo. Ainda assim, é possível delimitar alguns avanços na taxonomia das espécies esporocárpicas, em concomitância com os avanços produzidos durante a história da taxonomia do filo. Após a descrição das espécies que constituem a base dos FMA, G. macrocarpum e G. microcarpum, uma marco precursor na história da taxonomia de FMA e, consequentemente, no conhecimento sobre as espécies esporocárpicas é, sem dúvidas, a revisão providenciada por Thatxer (1922) para a família Endogonaceae. Em seu sistema de classificação, os FMA estão representados no filo Zygomycota, ordem Mucorales, entre os gêneros Endogone e Sclerocystis. Das 57 espécies contempladas na revisão, 13 consistiam em espécies de FMA, esporocárpicas, descritas na época nos gêneros Endogone (E. australis, E. canadensis, E. fasciculata, E. fuegiana, E. fulva, E. pulvinata, E. radiata, E. tenebrosa, E.vesiculifera), Glomus (G. macrocarpum e G. microcarpum) e Sclerocystis (S. coremioides). Como paralelo comparativo nas análises, as espécies eram confrontadas com espécies que não constituíam FMA, em nível de estrutura dos esporos e dos corpos de frutificação. Thaxter (1922) descreveu que tais fungos são, em geral, de ocorrência rara, devido em parte à sua aparente raridade, e em parte ao fato de que algumas das espécies, pelo menos, pela sua natureza hipógea, podendo se desenvolver a uma profundidade de vários centímetros abaixo do solo, ou sob grossos mantos de musgos, destacando que esses tipos são geralmente encontrados por acidente, ou através da aquisição do da expertise do coletor, que com experiência, desenvolve a capacidade de julgar quais são as situações mais promissoras. Dentro de mais de cinco décadas após a revisão de Thaxter (1922), uma nova revisão foi providenciada para a família Endogonaceae. Gerdemann e Trappe (1974) realizaram uma extensa análise das espécies que compunham a família, particularmente 36 bem representada no Noroeste do Pacífico, como consequência de muitos anos de expedições por J. M. Trappe e Iwan Ho e coleções produzidas na região por outros micologistas na época (GERDEMANN; TRAPPE, 1974). Gerdemann e Trappe (1974) discutiram sobre as dificuldades taxonômicas existentes, muitas vezes classificados mesmos como Ascomycetos por pesquisadores pioneiros, que consideravam seus esporos como ascos. O estudo resultou em uma divisão de Endogone, o mais representativo gênero na família, em quatro gêneros: Acaulospora, Gigaspora, Glomus e Endogone, das quais os dois últimos consistiam basicamente de espécies esporocárpicas. Além disso, possibilitaram o acréscimo de novas informações acerca da morfologia e distribuição geográfica, desconhecidas para muitos táxons previamente descritos. Um forte obstáculo destacado pelos autores para uma melhor compreensão da família Endogonaceae foi a escassez de sua coleção, que dificultava a realização de estudos comparativos e mesmo análise da variabilidade dentro de uma série tipo (GERDEMANN; TRAPPE, 1974), apontando para um cenário futuro de grande possibilidade de transferência de grupos de espécies para outras famílias. Os autores reconheciam, desde já, que a taxonomia na família, não estava solucionada por completo, e que ―futuramente novas pesquisas seriam incentivadas (GERDEMANN; TRAPPE, 1974). Uma descoberta inédita na taxonomia e sistemática das espécies esporocárpicas foi a ocorrência de espécies que contemplam desenvolvimento acaulosporoide constituindo espécies esporocárpicas, visto que o grupo até então era representado exclusivamente por espécies glomoides. A. sporocarpia e A. myriocarpa (classificada atualmente no gênero Archaeospora) foram descritas em anos consecutivos (BERCH, 1985; SCHENCK et al., 1986) e a descoberta justificou a proposição de uma emenda para o gênero Acaulospora, que até o período dispunha apenas de espécies não esporocárpicas. Até o presente, contudo, não houve mais registros de espécies esporocárpicas com desenvolvimento acaulosporóide, sugerindo uma possível instância de convergência restrita nos gêneros representados atualmente por ambas as espécies.

37

Quadro 1. Evolução temporal da classificação de FMA.

Thaxter (1922) Gerdamann e Pirozynki e Dalpé Morton e Benny Cavalier-Smith Morton e Schuesler et al. Wijayawardene et Trappe (1974) (1989) (1990) (1998) Redecker (2001) (2001) al. (2020) - Eumycota Amastigomycota Amastigomycota Archemycota Zygomycota Glomeromycota Glomeromycota Mucorales Zygomycetes Zygomycetes Zygomycetes Glomeromycetes Zygomycetes Glomeromycetes Archaeosporomycetes Endogonaceae Mucorales Endogonales Glomales Glomales Glomales Archaeosporales Archaeosporales Endogone* Endogonaceae Endogonaceae Gigasporineae Gigasporineae Gigasporineae Archaosporaceae Ambisporaceae Glaziella Acaulospora Acaulospora* Gigaspora Gigaspora Gigasporaceae Archaeospora* Ambispora Sclerocystis* Endogone* Endogone Scutellospora Scutellospora Gigaspora Geosiphonaceae Geosiphonaceae Sphaerocreas Gigaspora Entrophospora Glomineae Glomineae Scutellospora Diversisporales Geosiphon Glaziella Gigaspora Acaulosporaceae Acaulosporaceae Glomineae Acaulosporaceae Archaeosporaceae Glomus* Scutellospora Acaulospora* Acaulospora* Acaulosporaceae Acaulospora* Palaeosporaceae Modicella Glomaceae Entrophospora Entophospora Acaulospora* Entrophospora Intraspora Sclerocystis* Glomus* Glomaceae Glomaceae Entrophospora Diversisporaceae Archaeospora* Sclerocystis* Glomus* Glomus* Archaeospora Diversispora* Glomeromycetes Sclerocystis* Sclerocystis* Glomaceae Gigasporaceae Diversisporales Glomus* Gigaspora Diversisporaceae Paraglomaceae Scutellospora Tricispora Paraglomus Glomerales Otospora Glomeraceae Desertispora Glomus * Diversispora* Paraglomeraceae Redeckera* Paraglomus Corymbiglomus* 38

Acaulosporaceae Acaulospora* Entrophosporaceae Albahypha Claroideoglomus Entrophospora Viscospora Sacculosporaceae Sacculospora Pacisporaceae Pacispora Scutellosporaceae Bulbospora Orbispora Scutellospora Gigasporaceae Gigaspora Intraornatosporaceae Intraornatospora Paradentiscutata Dentiscutataceae Dentiscutata Quatunica Fuscutata 39

Racocetraceae Cetraspora Racocetra Glomerales Glomeraceae Dominikia* Funneliformis* Glomus* Kamienskia* Microdominikia* Microkamienskia* Nanoglomus* Oehlia* Rhizoglomus* Sclerocystis* Sclerocarpum* Septoglomus* Simiglomus Paraglomeromycetes Paraglomerales Paraglomeraceae Innospora Paraglomus Pervetustaceae 40

Pervetustus Espécies em negrito correspondem a gêneros que contém representantes de FMA. Espécies acompanhadas por asterico (*) correspondem a gêneros que contém espécies esporocárpicas.

41

A família Glomaceaea (atualmente Glomeraceae) foi proposta para acomodar espécies de Glomus e Sclerocystis por Pirozynski e Dalpé (1989), com base na similaridade entre as linhagens existentes e registros fósseis, mantendo os demais gêneros representados por FMA (Acaulospora, Endogone, Entrophospora, Gigaspora e Scutellospora) em Endogonaceae. Morton e Benny (1990), todavia, reinvidicaram a monofilia dos FMA, indicando que o grupo não apresentava relações claras com outros membros de Endogonales e propuseram uma nova classificação, a qual acomodava todos os fungos simbiontes mutualistas com as raízes de plantas, formadores da micorriza arbuscular (FMA), em uma ordem exclusiva, Glomales (atualmente Glomerales). Os autores também propuseram duas subordens dentro do grupo: Gigasporinae, composta unicamente pela família Gigasporaceae (Gigaspora e Scutellospora) e Glominae, composta por Glomaceae (Glomus e Sclerocystis) e Acaulosporaceae (Acaulospora e Entrophospora). Avançando nos estudos sobre aspectos evolutivos dos FMA na década de 90, Morton (1990) indicou que a formação de glomerosporos em esporocarpos constituía uma etapa adicional no curso da evolução dos FMA, particularmente na transição entre as espécies que formam clusters para as que formam corpos de frutificação. Na mesma década, duas importantes revisões dedicadas a análise de espécies esporocárpicas foram publicadas por Almeida e Schenck (1990) e Wu (1993). Ambas as revisões dedicaram- se a uma análise minunciosa do clado Sclerocystis, representado por espécies que concentram arranjo dos glomerosporos organizados hemisfericamente em torno de um plexo central e cujos representantes encontram-se atualmente distribuídos no gênero Glomus (G. clavisporum, G. coremioides, G. rubiforme, G. sinuosum e G. taiwanensis). Baseados em análises morfológicas, Almeida e Schenck (1990) concluíram que existia um contínuo de caracteres entre as espécies representantes de Sclerocystis e Glomus, a exceção de S. coremioides (= G. coremoides), justificando, portanto, a transferência de todas demais espécies para Glomus. Essa proposta foi contestada por Wu (1990), que propuseram um modelo de transição evolutiva para o grupo, rejeitando a classificação de Almeida e Schenck (1990) e revertendo à classificação original de Gedermann e Trappe (1974). Baseados em estudos moleculares que indicavam polifilia no gênero Glomus realizados por Simon et al. (1993), Gerig et al. (1996) e Redecker et al. (2000) decidiram analisar molecularmente o caso de Sclerocystis, tendo verificado, a partir de evidências da região 18S do DNA ribossomal, que os atributos morfológicos dos 42 esporocarpos considerados previamente por Almeida e Schenck (1990) como critério de reorganização sistemática não apresenta força suficiente ara agrupar as demais espécies em um gênero a parte, como Sclerocystis. Com isso, também foi rejeitada a hipótese prévia de que a formação de esporocarpos organizados sensu Sclerocystis consistiria em uma etapa evolutiva mais derivada no contexto das espécies que desenvolvem glomerocarpos, demandando atenção pela inclusão de ferramentas moleculares na interpretação evolutiva das linhagens. Schüßler et al. (2001) foram responsáveis um impactante marco divisor de águas produzido na história dos FMA: a criação de um novo filo para acomodar todas as espécies de FMA com base em uso de ferramentas moleculares, particularmente, na análise da subunidade menor do RNA ribossomal (SSU rRNA). A proposição do filo Glomeromycota lançou uma nova base para a sistemática de FMA, tornando-se um grupo reconhecidamente monofilético e mais relacionado em termos de divergência com os membros dos filos Ascomycota e Basidiomycota, ao invés do filo Zygomycota, no qual permaneceu por vários anos acomodado. Dessa forma, a criação do filo assinala uma nova era na história da taxonomia dos FMA, que passa a incluir dados moleculares nas descrições das novas espécies e repercute no reconhecimento e ereção de novos taxa acima de gênero, com constantes propostas na sistemática. O período atual, Schüßler et al. (2001), pode ser caracterizado pelo aperfeiçoamento das ferramentas moleculares, que culminaram no desenho de primers específicos para o grupo e a padronização de marcadores moleculares a fim de permitir análises comparativas na sistemática filogenética pela comunidade científica, e que tem sido alvo de intensos debates. O aperfeiçoamento dessas ferramentas repercutiu em avanços significativos, de novos esclarecimentos acerca de análises filogenéticas prévias à caracterização de táxons descritos bem como novas espécies. Um caso em que houve uma reconsideração filogenética, na medida em que novas evidências foram disponibilizadas, pode ser exemplificado pelo gênero Redeckera. Redecker et al. (2007) consideraram Glomus megalocarpum D. Redecker (atualmente R. megalocarpa) posicionada filogeneticamente como grupo irmão do clado ―Glomus grupo C‖, composto por D. spurca (C.M. Pfeiff., C. Walker & Bloss) C. Walker & A. Schüßler e G. versiforme, dentro da ordem Diversisporales, a partir de análise baseada nas sequências da região 18S, ITS e 5.8S do rDNA. A divergência filogenética de G. megalocarpum das demais espécies consideradas na análise, porém, sugeriram desde já a necessidade de ereção de um novo gênero para acomoda-la. 43

Posteriormente, com base em análises da região SSU, LSU e ITS do rRNA de acordo com Krüger et al. (2009) e Stockinger et al. (2009), Schüßler e Walker (2010) propuseram Redeckera. O gênero foi caracterizado basicamente pela natureza molecular (sequência ARKTYTGGKMGCGGYAACGTRA da SSU do rRNA) e formação de grandes glomerocarpos com perídio, considerando como tipo genérico Redeckera megalocarpa e incluindo as espécies R. fulva, R. pulvinata. Oehl et al. (2011), considerando além das sequências SSU e LSU, sequências parciais da β-tubulina e evidências morfológicas, respaldada em uma análise minuciosa dos caracteres ultraestruturais dos glomerosporos, incluíram adicionalmente R. avelingiae, R. canadensis e R. fragilis. Outras spécies que formam clusters e/ ou glomerocarpos foram consideradas na proposta filogenética distribuídas nas famílias Acaulosporaceae (Acaulospora), Glomeraceae (Funneliformis, Glomus, Rhizophagus (atualmente Rhizoglomus) e Sclerocystis (representantes atualmente acomodados no gênero Glomus), dos quais Claroideoglomus e Funneliformis consistiram em novos gêneros e Rhizophagus, gênero previamente sinonimizado com Glomus por Gerdemann e Trappe (1974), foi ressuscitado para acomodar espécies que produzem abundantemente glomerosporos no interior de raízes de plantas, tendo como espécie tipo R. populinus, uma determinação respaldada exclusivamente na análise da descrição original da espécie (SCHÜßLER; WALKER, 2010). A descrição original de Rhizophagus e sua espécie tipo, R. populinus , contudo, consiste em uma vaga caracterização de estruturas infectivas da espécie acompanhando por ilustrações, sem realização do depósito da espécie tipo (DANGEARD, 1900). Siverding et al. (2014) demonstraram, porém, que Rhizophagus não representa um representante de Glomeromycota e, portanto, o gênero não poderia ser utilizado para acomodar espécie do filo. A partir de uma análise detalhada da descrição original de R. populinus, Siverding et al. (2014) esclareceram que as estruturas infectivas produzidas pelo fungo representava, na verdade, um fungo patogênico, com características de representantes de Chytridiales e Oomycetes. Nos caminhos da taxonomia integrativa uma importante iniciativa trata-se da revisão produzida por Oehl et al. (2011) para espécies glomoides. Concatenando análises morfológicas minunciosas em nível ultraestrutural dos glomerosporos com análises de sequências de β- tubulina e regiões SSU e LSU do rRNA, bem como ITS, os autores propuseram atualizações no sistema de classificação do filo, validando gêneros questionados previamente por segmentos da comunidade científica e propondo novas 44 combinações e três novos gêneros, Septoglomus, Simiglomus e Viscospora. Na proposta, os autores distribuíram as espécies analisadas do filo em oito grandes clados (Aa1, Aa2, Aa3, Ab1, Ab2, Ab3, B1 e B2), todos contemplando representantes de espécies que formam clusters e/ ou glomerocarpos, caracterizados molecularmente e morfologicamente. Importante ressaltar, contudo, que a revisão contempla espécies esporocárpicas sensu lato de Glomeromycota, naturalmente, pela sua representação nos gêneros glomoides revisados. Os clados Aa1, Aa2, Aa3, B1, B2, Ca e Cb, definidos no trabalho, correspondem aos gêneros Funneliformis, Simiglomus, Septoglomus, Claroideoglomus, Viscospora, Diversispora e Redeckera, enquanto os clados Ab1, Ab2 e Ab3 contemplam representantes de Glomus, liderados por espécies que apresentam caracteres morfológicos representativos para estes: G. macrocarpum e G. microcarpum (Ab1), G. intraradices e G. irregulare (Ab2) e G. coremioides (Ab3). O período ―pós- Oehl et al. (2001)‖ pode ser definido com um momento histórico na taxonomia de Glomeromycota no qual é verificada a proposição de novos gêneros fortemente caracterizados por sua natureza molecular e importantes reconsiderações filogenéticas. G. corymbiforme foi descrito por Błaszkowski (1995) com base em evidências morfológicas, das quais se destaca a formação de cluster extrarradicais, corimbiformes, com formação dos glomerosporos a partir de hifas esporógenas ramificadas, cada qual recoberto individualmente por um manto. Posteriormente, com base em análise molecular, Błaszkowski (2012) propôs a ereção de um novo gênero para acomodar a espécie, Corymbiglomus. Na proposta, considerando-se sequências da reigão LSU, G. corymbiglomus formou clado separado, irmão de cinco espécies representantes de Diversispora (D. aurantia, D. celata, D. eburnea, D. epigaea e D. spurca), com 99% e 93% em valores de probabilidades posteriores para análises de Verossimilhança e Máxima Parcimônia, respectivamente, e duas espécies pertencentes ao gênero Glomus, atualmente acomodadas em Diversispora (D. inculspta e D. trimulares), com 100% e 100% em valores de suporte, para as referidas análises, respectivamente. Em iniciativa mais recente, Błaszkowski et al. (2019), ampliaram sequências disponíveis da região 18S-ITS-28S do nrDNA, fortalecendo o suporte do clado Corymbiglomus e validando a inclusão das espécies C. corymbiforme e C. globiferum no gênero. G. achrum, G. bistratum, G. iranicum, G. minutum foram descritos originalmente no gênero Glomus com base em estudos morfológicos e análises filogenéticas realizadas a partir de sequências da região SSU (parcial) do nrDNA - à exceção de G. minutum – tendo sido identificadas como pertencentes ao clado Glomus 45

A sensu Schwarzott et al. (2001) (BŁASZKOWSKI et al., 2000, 2010, 2019). Estudos conduzidos por Błaszkowski et al (2014), incrementando análises de sequências da região ITS (ITS1, 5.8S, ITS2) e LSU (parcial) do nrDNA, além da região SSU (parcial) do nrDNA, concatenada com novas evidências morfológicas a partir da inclusão de espécies adicionais nas análises, com descrição da espécie nova D. disticha, culminaram na proposição dos gêneros Dominikia e Kamienskia. Dessa forma, G. bistratum e G. perpusillum foram transferidos para Kamienskia e as demais espécies para Dominikia. Ambos os gêneros, contudo, possuem diagnóstico fortemente respaldado no critério molecular, diferindo principalmente por assinatura molecular nas regiões LSU e ITS do nrDNA, para Dominikia e Kamienskia, respectivamente, uma vez que os caracteres morfológicos diagnósticos podem ser compartilhados, tornando difícil sua distinção apenas em nível de morfologia (BŁASZKOWSKI et al., 2014). Tanto Dominikia quanto Kamienskia produzem glomerosporos hialinos, pequenos, cujas dimensões se sobrepõem, compostos por duas ou três camadas, das quais a segunda pode ser laminada e pelo menos uma camada é reativa ao Melzer e com hifa de sustentação cilíndrica a em forma de funil, com septo formado pela superfície interna da camada mais interna (BŁASZKOWSKI et al, 2014). Corazon-Guivin et al (2019) encontaram uma nova espécie, em amostras de solo rizosférico de Plukenetia volubis L. coletadas em plantações situadas no domínio amazônico no estado de San Martín, Peru. Filogeneticamente, a espécie situou-se em novo gênero detectado, Microkamienskia, junto às espécies de Kamienskia, K. divaricata e K. perpusilla, essa designada como espécie tipo, sendo propostas, portanto, novas combinações para essas espécies. Como justificativa morfológica, o novo fungo, denominado M. peruviana, foi diagnosticado com base nas propriedades expansivas de sua camada evanescente, não reportada previamente para as espécies originalmente registradas em Kamienskia. Em nível de gênero, contudo, seu respaldo prevalece na base molecular, visto que as características diagnósticas são compartilhadas com K. bistrata, única espécie que permaneceu no gênero Kamienskia: formação de pequenos glomerosporos (< 40 μm) isoladamente no solo ou em clusters, terminalmente em uma hifa de sustentação cilíndrica a forma de funil ou suavemente constricta, ocasionalmente ocluída por um poro. Ressalta-se, porém, que a variação em dimensões dos glomerosporos não pode ser considerada como uma característica propriamente diagnóstica, visto que é admitida uma variação natural em dimensões, que se sobrepõem de diferentes isolados mesmo intraespecíficos. Essa variável não é estável e difere de 46 acordo com estágio de desenvolvimento, de modo que glomerosporos jovens de K. bistrata, por exemplo, apresentam dimensões sobrepostas a glomerosporos maduros de M. divaricata, M. peruviana e M. perpusilla. Sob mesmas condições de coleta, em Plukenetia volubis L., na região de San Martín, Peru, Corazon-Guivin et al. (2019), mais recentemente, encontraram nova espécie situada em novo gênero, Nanoglomus, com N. plukenetiae. Análises obtidas a partir de sequências ambientais considerando as regiões SSU, ITS e LSU do rnDNA, indicaram a formação de dois novos gêneros adicionais, Microdominikia, baseado em D. litorea e Orientoglomus, baseado em D. emiratia. Dessa forma, espécies previamente classificadas no gênero Dominikia compõem, atualmente, quatro clados sensu Corazon-Guivin et al (2019): clado Dom-A (Dominikia), clado Dom-B (Microdominikia), clado Dom-C (Orientoglomus) e caldo Dom-D (Nanoglomus). Dos gêneros propostos pós-Oehl et al. (2011), apenas Sclerocarpum constituiu descoberta consequente da adaptação de metodologia direcionada a busca por espécies que formam glomerocarpos (JOBIM et al., 2019). O gênero é caracterizado por aspectos de natureza macroscópica, como seu glomerocarpo rígido, complexo, com perídio recobrindo totalmente glomerocarpo (gleba angiocárpica) e produção de glomerosporos pequenos de parede relativamente espessa em comparação as dimensões totais em diâmetro, todavia, a exceção de seus glomerocarpos de consistência rígida, escleroide, tais características podem ser identificadas em representantes de outros gêneros e seu diagnóstico, portanto, é respaldado essencialmente quanto a sua natureza molecular, particularmente, nas sequências da região SSU e LSU do nrDNA, ITS (ITS1 e ITS2) e RPB1.

47

1.2.1.3. O papel das revisões taxonômicas no estudo das espécies esporocárpicas do filo Glomeromycota

Com o aperfeiçoamento das ferramentas para a delimitação de espécies e relações de parentesco, modificações nas classificações propostas são constantemente suscitadas, tornando a sistemática uma ciência intensamente dinâmica, no sentido de buscar refletir uma organização natural dos organismos. Neste cenário, a taxonomia do Reino Fungi é complexa, tendo em vista as diferentes ferramentas empregadas para a classificação de espécies, e as últimas décadas, particularmente, têm fornecido inúmeras mudanças ao estudo da sistemática e evolução, com os maiores avanços tendo sido impulsionados pela técnica de análise de dados da sistemática filogenética (ALEXOUPOULOS, 1996; AZEVEDO; VAZZOLER, 2015). O filo Glomeromycota tem sido tema de intensas discussões nos últimos anos em consequência da revolução molecular na reconstrução das relações de parentesco, com o incremento acelerado na descrição de novos táxons e novas combinações na sistemática (OEHL et al., 2011a; SCHÜßLER et al., 2001). Apesar do crescente avanço, a diversidade atual de espécies de ainda FMA não corresponde às estimativas estabelecidas para o grupo (SOUZA et al., 2008). Considerando-se que a diversidade de plantas pode alcançar 300.000 espécies (MORA et al., 2011), e mais de 80% das espécies vegetais possuem potencial para desenvolver simbiose micorrízica (SMITH; READ, 2008) as cerca de 300 espécies de FMA conhecidas atualmente representam número notavelmente baixo em relação ao esperado. Portanto, considerando a longa história evolutiva do filo e sua ubiquidade nos ecossistemas, mesmo estando em período intenso de contribuições para a taxonomia e sistemática de FMA, o status do conhecimento atual ainda encontra-se em fase preliminar diante das novas descobertas que estão potencialmente por vir. Apesar dos avanços nos estudos taxonômicos do filo Glomeromycota, poucos estudos se dedicaram a realizar uma avaliação sobre a complexidade dos esporocarpos e caracteres taxonômicos elucidativos para esse entendimento sobre o grupo (ALMEIDA; SCHENCK, 1990; WU, 1993). Além da escassez de dados taxonômicos, várias espécies permanecem sem dados filogenéticos, impedindo verificar a relação de parentesco da maioria das espécies com o hábito esporocárpico e, portanto, muitas espécies esporocárpicas foram transferidas para insertae sedis (posição incerta) por Schüßler e Walker (2010). Logo, a base de descrição de espécies persiste restrita a morfologia, com 48

59 (77%) das espécies esporocárpicas de FMA conhecidas descritas originalmente com base nesse conjunto de dados. Apenas 36 espécies contam com sequências moleculares disponíveis em banco de dados (GenBank). Análises morfológicas e moleculares concomitantes podem colaborar para o esclarecimento de aspectos ainda desconhecidos da sistemática do grupo, preliminarmente definidos na organização taxonômica do filo Glomeromycota. Um exemplo disso trata-se da espécie atualmente classificada como Sphaerocreas pubescens Sacc. & Ellis, reconhecida como um FMA durante décadas (Glomus pubescens) foi recentemente transferida para Mucoromycotina (HIROSE et al., 2014). Sphaerocreas pubescens, uma espécie reconhecidamente esporocárpica, foi descrita originalmente no gênero Sphaerocreas, passando por cinco acomodações taxonômicas entre gêneros até o seu posicionamento atual ter sido elucidado com base em novo repertório de evidências moleculares. Incialmente, a espécie foi transferida pra Stigmatella, subsequentemente para Sclerocystis e posteriormente, a espécie foi realocada em Sphaerocreas, transferida para Endogone e acomodada mais uma vez, desta vez por longo período de tempo, no gênero Glomus (SACCARDO, 1882, 1886; THAXTHER, 1922; ZYCHA, 1935; GERDEMANN; TRAPPE, 1974). Setenta e nove anos depois, HIROSE et al. (2014), investigando a posição filogenética de S. pubescens com base em avaliação de sequências gênicas da 18S rRNA demonstraram que S. pubescens (então classificada como Glomus pubescens), tratava-se de uma espécie membro do clado Mucoromycotina, pertencente aos Zygomycota, retornando para Sphaerocreas. Um outro exemplo corresponde ao gênero Rhizophagus. A espécie tipo do gênero, R. populinus, foi descrita originalmente por Dangeard (1900), com base em uma vaga análise de estruturas infectivas atribuídas ao fungo, presente em raízes. Décadas após, Gerdemann e Trappe (1974) sinonimizaram Rhizophagus com Glomus. Schüßler e Walker (2010), revisando a descrição original de R. populinus, reestabeleceram o gênero na família Glomeraceae, para acomodar as espécies de FMA que produziam abundantes agregados de glomerosporos no solo. No entanto, Sieverding et al. (2014) demonstraram através de uma extensiva revisão, utilizando dados morfológicos e moleculares de várias espécimes disponíveis em culturas e registros de literatura que R. populinus P.A. Dang., espécie tipo de Rhizophagus não pode ser acomodado em Glomeromycota, pertencendo provavelmente a Oomycetes. Diante disso, os autores erigiriam um novo gênero Rhizoglomus, para acomodar então as espécies de FMA classificadas em Rhizophagus, transferindo esse gênero, um provável Oomyceto, 49 do filo. A partir de então, o gênero Rhizoglomus comporta tanto espécies com formação em agregados quanto espécies que formam glomerosporos isoladamente no solo. Os casos de Rhizophagus e Sphaerocreas, dois táxons pertencentes a distintos reinos, equivocadamente considerados FMA, tratam-se de dois exemplos que ressaltam a importância da condução de reavaliações taxonômicas sobre táxons descritos pioneiramente, cujas descrições originais apresentam lacunas em termos de informação taxonômica e posicionamento filogenético. Considerando-se a dimensão do grupo de espécies esporocárpicas do filo Glomeromcyota, cuja maior parte das descrições foi respaldada apenas sobre caracteres morfológicos, sem a existência de uma base taxonômica bem estabelecida sobre aspectos taxonômicos particulares do grupo, estudos comparativos que incluam a revisão minuciosa de dados morfológicos com a realização de análises filogenéticas são imprescindíveis para que seja possível identificar a variabilidade estrutural dos esporocarpos, propondo assim também, uma redefinição do termo esporocarpo no filo Glomeromycota.

1.2.2. ECOLOGIA: PERFIL DA DISTRIBUIÇÃO GLOBAL

De forma geral, o conhecimento sobre diversidade em nível global de FMA permanece fragmentado, isto é, comunidades de FMA presentes em várias regiões geográficas, biomas e ecossistemas encontram-se, ainda, completamente inexploradas (ÖPIK et al., 2010; 2013; DAVISON et al., 2015). É de conhecimento da comunidade científica, quanto aos protocolos de amostragem, que componentes da diversidade jamais serão obtidos de forma completa, afinal, a própria essência do termo amostragem traduz-se na obtenção de uma parte que represente, de forma adequada, a totalidade do objeto de estudo (SILVEIRA et al., 2010). Apesar da existência de acentuadas lacunas de amostragem global nos estudos de ocorrência e diversidade de FMA (DAVISON et al., 2015), iniciativas prévias de compilação de dados sugerem que sua distribuição é guiada por fatores bastante eficientes de dispersão, de natureza biótica (pássaros e mamíferos de pequeno porte) e abiótica (vento, oceanos e atividades exploratórias humanas que conduziu ao cenário atual de alta similaridade de taxa entre múltiplos continentes (DAVISON et al., 2015). O conhecimento sobre mecanismos de dispersão operantes são de extrema relevância, uma vez que o próprio recrutamento de novos indivíduos na população depende da 50 eficiência de dispersão em áreas favoráveis (SCHUPP et al., 2002; BUDKE et al., 2005). O incipiente estado do conhecimento sobre a dispersão de espécies esporocárpicas de Glomeromycota, particularmente, impossibilita realizar predições sobre o papel dos agentes disseminadores nesse processo. Kataržytė e Kutorga (2011) sugerem que propágulos de esporocarpos hipógeos de FMA podem consistir em uma importante fonte alimentar para mamíferos de pequeno porte, uma hipotética estratégia desenvolvida pelo grupo, menos favorecido quanto à dispersão por mecanismos abióticos em relação às espécies epígeas (Figura 3). Essa estratégia permite a dispersão desses fungos, tendo em vista que os esporos ainda estão viáveis para esporulação após passagem pelo trato digestivo (BUENO et al., 2019; MANGAN; ADLER, 2002; SULZBACHER et al., 2017). No entanto, estudos que avaliam a dispersão de FMA são limitados e, tratando-se de espécies esporocárpicas, não existem trabalhos, impossibilitando predições sobre o papel desses mecanismos de dispersão. Apesar das especulações sobre os vetores de dispersão dessas espécies (Figura 3), distribuídas pela zona da serapilheira, considera-se que tendem a ser frequentemente mais dispersas pelo ar (GOTO; MAIA, 2006), conforme também reportado para esporos de outros grupos de fungos.

51

Figura 3. Representação das espécies esporocárpicas de FMA na natureza e seus veículos de dispersão. A - C - Diversidade macroscópica das espécies esporocárpicas de FMA. D - F - veículos de dispersão dos propágulos de FMA na natureza. G, H. Hábito das diferentes espécies esporcárpicas de FMA na natureza. Fonte: Jobim et al. (2019b).

Como reflexo da amplitude da distribuição global do filo, seria esperada ampla distribuição também quanto à ocorrência de espécies esporocárpicas. Todavia, cabe destacar que os trabalhos dedicados a descrever padrões geográficos têm-se limitado a amostragem tradicional adaptada para obtenção de espécies ectocárpicas. Paralelamente, os dados já conhecidos sobre o tema impedem análises mais precisas e o que se tem verificado ao longo dos anos, quanto à descrição de novas espécies, é que essas têm sido originalmente descritas nas localidades onde os taxonomistas encontram-se atuantes (JOBIM et al., 2019b). Conforme reconhecido para outros grupos de fungos (BLACKWELL et al., 1991), a maior parte das descrições originais das espécies glomerocárpicas de FMA são oriundas das regiões temperadas (60%) (Figura 4). Diante das estimativas consideradas para a diversidade de fungos, que variam das mais conservadoras (1,5 milhão de espécies) a modernas proposições (2,2 – 3,8 milhões), respaldadas nas novas ferramentas disponíveis para delimitação das espécies, Hawksworth et al. (1991) alerta 52 que qualquer região e habitat, seja pertencente ao domínio temperado ou tropical, deva ser incluso nos inventários de diversidade, reforçando a longa jornada que ainda temos por trilhar para obtenção do conhecimento das espécies de fungo que habitam o planeta.

Figura 4. Localidade tipo das espécies que formam esporocarpo no filo Glomeromycota. Fonte: Jobim et al. (2019b).

A biodiversidade dos trópicos é maior do que nas regiões temperadas, fato já entendido desde o século XIX (DINIZ-FILHO, 2009). Regiões tropicais do globo são estimadas em deter maior concentração de diversidade biológica para os mais variados grupos de organismos (HILLEBRAND, 2004), e isso é amplamente disseminado na literatura micológica. Hawksworth e Lücking (2017) destacaram atenção para as espécies desconhecidas para ciência, ainda não descobertas nos hotspots e habitats inexplorados distribuídos pelos trópicos. Em se tratando sobre fungos, os trópicos abrigam a maior parte da diversidade desconhecida (HAWKSWORTH; LÜCKING, 2017). Florestas tropicais úmidas ainda fornecem habitats estratégicos para condução de inventários de espécies esporocárpicas de FMA, devido as suas particularidades bióticas e abióticas propícias ao desenvolvimento dessas espécies, como por exemplo alto teor de umidade (JOBIM et al., 2017). Nesse cenário, o Brasil desponta como uma das nações biologicamente mais ricas do planeta. Apenas 17 dos cerca de 200 países do globo são considerados megadiversos, por englobarem 70% da biodiversidade mundial, e o Brasil está em primeiro lugar nessa lista, abrangendo a maior diversidade biológica continental: 15% e 20% de toda a biodiversidade do planeta, o maior número de espécies endêmicas, a maior floresta tropical (a Amazônia) e dois dos 19 hotspots mundiais - a Mata Atlântica 53 e o Cerrado - áreas no planeta que apresentam altas concentrações de espécies endêmicas e estão sofrendo excepcionais perdas de habitat (MYERS, 1988; GANEM, 2011). Quanto à representatividade de espécies FMA, o país têm apresentado fortes contribuições no conhecimento da diversidade do grupo. Totalizando 153 espécies de FMA em seu território (≅ 48%), o Brasil possui várias espécies novas descritas para a ciência (GOTO et al., 2008, 2010, 2011, 2012a, b; 2013; FURRAZOLA et al., 2013; PEREIRA et al., 2015) e alta representatividade de táxons para o filo (GOTO; JOBIM, 2019), um reflexo de seu enorme potencial biológico dado a sua expressiva diversidade de ecossistemas florestais, grande área física, diversidade de climas e solos existentes em seu território (LEITÃO-FILHO, 1987; MITTERMEIER et al., 2005) (Tabela 2). No tocante as espécies glomerocárpicas, um total de 41 espécies glomerocárpicas de FMA foram registradas em seus diversos biomas, contemplando todas as famílias representantes do grupo (Figura 5 e 6), com três novas espécies para ciência: Glomus trufemii, Rhizoglomus natalensis e Sclerocarpum amazonicum (GOTO et al., 2012; BŁASZKOWSKI et al., 2014; JOBIM et al., 2019a). Glomus trufemii e R. natalensis foram descritas a partir de amostras coletadas no bioma Mata Atlântica, em área situada no litoral do nordeste brasileiro, mediante amostragem convencional para o grupo ao passo que S. amazonicum foi obtida no bioma Amazônia, por metodologia adaptada para espécies glomerocárpicas descrita por Jobim et al. (2019a), constituindo o primeiro gênero de espécie glomerocárpica descrita para o Brasil.

54

Tabela 2. Espécies esporocárpicas de FMA registradas nos biomas brasileiros: Amazônia, Caatinga, Cerrado, Mata Atlântica, Pampas e Pantanal.

Espécies Bioma Amazônia Caatinga Cerrado Mata Pampas Pantanal Atlântica Archaeospora myriocarpa S.M. Berch x x Diversispora versiformis (P. Karst.) Oehl, G.A. Silva & Sieverd. x x Dominikia aurea (Oehl & Sieverd.) Błaszk. Chwat, G.A. Silva & x Oehl Funneliformis monosporus (Gerd. & Trappe) Oehl, G.A. Silva & x x x Sieverd. Funneliformis mosseae (T.H. Nicolson & Gerd.) C. Walker & A. x x x Schüßler Glomus ambisporum G.S. Sm. & N.C. Schenck x x x Glomus arborense McGee x x x Glomus australe (Berck.) S.M. Berch x x x Glomus brohultii Sieverd. & Herrera x x Glomus botryoides F.M. Rothwell & Victor x x Glomus clavisporum (Trappe) R.T. Almeida & N.C. Schenck x x 55

Glomus fuegianum (Speg.) Trappe & Gerd. x x Glomus glomerulatum Sieverd. x Glomus heterosporum G.S. Sm. & N.C. Schenck x x x Glomus macrocarpum Tul. & C. Tul. x x x x x Glomus microcarpum Tul. & C. Tul. x x x x Glomus nanolumen Koske & Gemma x Glomus pachycaule (C.G. Wu & Z.C. Chen) Sieverd. & Oehl x x Glomus pallidum I.R. Hall x x Glomus pellucidum McGee & Pattinson x Glomus rubiforme (Gerd. & Trappe) R.T. Almeida & N.C. Schenck x x x Glomus taiwanense (C.G. Wu & Z.C. Chen) R.T. Almeida & N.C. x x x Schenck ex Y.J. Yao Glomus trufemii B.T. Goto, G.A. Silva & Oehl x x x Redeckera fulva (Berk. & Broome) C. Walker & A. Schüßler x x Rhizoglomus aggregatum (N.C. Schenck & G.S. Sm.) Sieverd., G.A. x x Silva & Oehl Rhizoglomus clarum (T.H. Nicolson & N.C. Schenck) Sieverd., G.A. x x x x x Silva & Oehl Rhizoglomus fasciculatum (Thaxt.) Sieverd., G.A. Silva & Oehl x x 56

Rhizoglomus intraradices (N.C. Schenck & G.S. Sm.) Sieverd., G.A. x x x x Silva & Oehl Rhizoglomus invermaium (I.R. Hall) Sieverd., G.A. Silva & Oehl x Rhizoglomus irregulare (Błaszk., Wubet, Renker & Buscot) x Sieverd., G.A. Silva & Oehl Rhizoglomus maiae Jobim, Błaszk., Niezgoda & B.T. Goto x Rhizoglomus manihotis (R.H. Howeler, Sieverd. & N.C. Schenck) x Sieverd., G.A. Silva & Oehl Rhizoglomus microaggregatum (Koske, Gemma & P.D. Olexia) x Sieverd., G.A. Silva & Oehl Rhizoglomus vesiculiferum (Thaxt.) Gerd. & Trappe x x Sclerocarpum amazonicum Jobim, Błaszk., Niezgoda, Kozłowska & x B.T. Goto Sclerocystis coremioides Berk. & Broome x x x Sclerocystis sinuosa Gerd. & B.K. Bakshi x x Septoglomus constrictum (Trappe) Sieverd., G.A. Silva & Oehl x x Septoglomus deserticola (Trappe, Bloss & J.A. Menge) G.A. Silva, x Oehl & Sieverd. Viscospora viscosa (T.H. Nicolson) Sieverd., Oehl & F.A. Souza x x 57

Figura 5. Número de espécies glomerocárpicas por família no filo Glomeromycota registradas no Brasil.

Figura 6. Ocorrência das espécies esporocárpicas no Brasil e sua distribuição em relação as fitofiosionomias estudadas da Mata Atlântica.

Os estudos científicos sobre a biodiversidade do Brasil e sua geografia ainda estão no estágio exploratório e muitas áreas geográficas e grupos taxonômicos permanecem sem qualquer caracterização (GIULIETTI et al. 2005; PEIXOTO et al., 58

2006). O país reúne dois grandes problemas para o conhecimento da biodiversidade: 1) riqueza exuberante e 2) número reduzido de pessoal qualificado para descrevê-la (DINIZ-FILHO, 2009). Dessa forma, apesar de verificarmos atualmente um maior envolvimento da sociedade como um todo nas questões voltadas a conservação da diversidade biológica, existe uma acentuada carência de taxonomistas no país que possam atender as demandas existentes seja na ciência básica ou aplicada (DINIZ- FILHO, 2009). Para consolidarmos efetivamente progresso na conservação da biodiversidade do Brasil, é imprescindível que se invista em maior número de taxonomistas com experiência de campo e de laboratório, que façam coleções e levantamentos de fauna, flora e funga em nível nacional, associado ao maior incremento de políticas estatais e privadas para a formação desses profissionais (GIULIETTI et al., 2005; DINIZ-FILHO, 2009; KUHAR et al., 2018). O conceito de hotspots veio para auxiliar os conservacionistas a identificar as áreas mais importantes para a preservação das espécies e fornecer a base científica ao direcionamento de pesquisas e estratégias de conservação (PRIMACK; RODRIGUES, 2001; OLIVEIRA et al., 2004). O Brasil, reconhecidamente detentor de uma das maiores biodiversidades do planeta, abriga dois hotspots mundiais de biodiversidade: a Mata Atlântica e o Cerrado, ambos caracterizados pela elevada diversidade biológica, pelos altos níveis de endemismos e pelo alto estágio de degradação ambiental (MYERS et al., 2000; LEWINSOHN; PRADO, 2005). Uma das prioridades para a conservação de biodiversidade em todo o mundo (MYERS et al., 2000; MITTERMEIER et al., 2005), a Mata Atlântica representa um grande desafio brasileiro quanto a proteção de sua biodiversidade em longo prazo, tendo em visto que as intervenções necessárias esbarram-se em dificuldades expostas pelo próprio estado fragmentado do conhecimento sobre o funcionamento dos seus ecossistemas, num ambiente já caracterizado sob forte pressão antrópica (PINTO et al., 2006). A Mata Atlântica consiste na segunda maior floresta neotropical depois da floresta Amazônica, desenvolvendo-se sobre uma cadeia de montanhas que percorre toda a costa Atlântica do Brasil, desde o Rio Grande do Norte ao Rio Grande do Sul, penetrando no continente em direção ao interior, em diferentes extensões, a partir do litoral (OLIVEIRA et al., 2004). O bioma abrange alta diversidade de formações florestais, como a Floresta Ombrófila Densa, Floresta Ombrófila Mista Floresta Ombrófila Aberta, Floresta Estacional Semidecidual, Floresta Estacional Decidual, além 59 dos manguezais, vegetações de restingas, os campos de altitude, os brejos interioranos e encraves florestais do Nordeste (RIZZINI, 1997; TABARELLI et al., 2005). Importantíssima para o equilíbrio original dos ecossistemas, o bioma presta serviços ecossistêmicos de relevância global, das quais se destacam o sequestro e armazenamento de carbono, controle do clima, além de constituir base de recursos para uma parcela considerável do produto interno bruto do Brasil (CABRAL; BUSTAMANTE, 2016). Estipula-se que a Mata Atlântica abrigue 8.000 espécies endêmicas (TABARELLI et al., 2005), incluindo 1986 espécies de fungos documentadas exclusivamente em seu domínio (FLORA DO BRASIL, 2019). No contexto do conhecimento dos FMA que habitam o Brasil, o domínio foi o primeiro bioma estudado sobre ocorrência e diversidade deste grupo (TRUFEM et al., 1989, 1994; TRUFEM, 1990, 1995; CARRENHO et al., 2001; AIDAR et al., 2004; MOREIRA et al., 2009; STÜRMER et al., 2006; GOTO; JOBIM, 2017). Sabe-se que atualmente a Mata Atlântica detém 128 espécies de FMA distribuídos pelas suas diferentes formações vegetais, que variam entre si em termos de estrutura de comunidades (JOBIM et al., 2017). Fator preocupante para assegurar a conservação da diversidade de fungos e demais táxons na Mata Atlântica consiste na perda de habitat acelerada ocorrente nesse bioma, consequência da exploração intensiva dos recursos naturais (pastos, agricultura, exploração madeireira e invasão de espécies exóticas (DEAN, 1996; GALETTI; FERNANDEZ, 1998; TABARELLI et al., 2004). Atualmente, menos de 100.000 km² (7% da cobertura original) restam de sua cobertura original (TABARELLI et al., 2005). A seleção de áreas prioritárias para a conservação da diversidade biológica no contexto do bioma Mata Atlântica acusa extrema importância para cobertura vegetal dos Brejos de Altitude, áreas atualmente reduzidas, pouco protegidas e extremamente ameaçadas (TABARELLI et al., 2006). Estipula-se que em quase meio século, 85% dos brejos de altitude foram destruídos e o cenário atual – que inclui perda de hábitat, fragmentação, caça, coleta seletiva de plantas e animais e, consequentemente, extinção de espécies (perda de diversidade biológica) – poderá leva ao seu completo desaparecimento na década atual, se uma política de conservação não for implementada (TABARELLI; SANTOS, 2004; APOENA, 2016). Susceptível a pressões antrópicas sem qualquer controle ou monitoramento ambiental e mesmo condicionados as leis que regulamentam as APPs, os Brejos de Altitude demandam urgentemente políticas 60 públicas em torno de modelos sustentáveis de exploração, manejo, preservação e reflorestamento (APOENA, 2016). O Brejos de Altitudes podem ser definidos como ―ilhas‖ de Mata Atlântica, especificamente, do tipo floresta estacional semidecidual montana, estabelecidas nos domínios da Caatinga, constituindo ―áreas de exceção‖ dentro do domínio do nordeste semiárido, abrigando condições privilegiadas quanto à umidade do solo e do ar, temperatura e cobertura vegetal (ANDRADE-LIMA, 1966; LINS, 1989; VELOSO et al., 1991; TABARELLI; SANTOS, 2005). Sua existência encontra-se associada à ocorrência de planaltos e chapadas entre 500—100 m de altitude, onde as chuvas orográficas garantem níveis de precipitação média anual variando entre 240 - 900 mm (ANDRADE-LIMA, 1961; IBGE, 1985). A literatura refere-se à existência de 43 brejos de altitude, distribuídos nos estados do Ceará, Rio Grande do Norte, Paraíba e Pernambuco, cobrindo uma área original de aproximadamente 18.500 km2 (TABARELLI; SANTOS, 2005). Outro grande patrimônio biológico brasileiro consiste no bioma amazônico, que ocupa uma área de aproximadamente 6, 7 milhões de km² no país, representando o maior bioma brasileiro (59% do território nacional) e grande variedade de ambientes, incluindo áreas montanhosas, as maiores planícies de inundação do mundo, a maior floresta tropical do mundo, além de campos abertos e grandes manguezais (MAGNUSSON et al., 2016). Em contrapartida, bastante devastado pela exploração econômica predatória, especialmente para expansão agrícola e extração de madeira, desde 1988 perdeu cerca de 11% da cobertura vegetal original (MAGNUSSON et al., 2016). A Amazônia apresenta grande diversidade de habitats, o que se traduz em uma enorme riqueza de animais, plantas e fungos, dando ao bioma status de maior reserva de biodiversidade do planeta, incluindo estimativas de 16000 espécies de árvores, das quais menos de um quarto foi descrito cientificamente (MAGNUSSON et al., 2016). Os FMA constituem uma importante fração da riqueza biológica dos solos da Amazônia (OLIVEIRA; OLIVEIRA, 2010). Contudo, a despeito de seu potencial biológico, a Amazônia concentra poucos inventários taxonômicos em comparação com outros biomas brasileiros historicamente bem estudados e representativos em espécies, como por exemplo, a Mata Atlântica e o Cerrado (STURMER; SIQUEIRA, 2006, 2011; JOBIM et al., 2017; 2018). Não há exagero em afirmar que se conhece menos de um terço da diversidade biológica brasileira, e que, portanto, ainda há muito a ser feito (PEIXOTO et al., 61

2006).O estabelecimento de políticas ou planos de conservação cientificamente defensáveis, isto é, devidamente respaldadas no conhecimento atual da diversidade biológica e, ademais, capazes de reduzir fortemente a probabilidade de extinção de espécies e garantir a manutenção dos ―serviços ambientais‖ prestados pelos ecossistemas às populações humanas, é uma tarefa urgente para o Brasil e vários outros países do mundo, pois a intitulada crise da biodiversidade é um fenômeno global (WILSON 1988; TABARELLI; SANTOS, 2005).

1.2.3. JUSTIFICATIVA

Para FMA, a estimativa de espécies situa-se em torno de 37.000 a 78.000 (SOUZA et al., 2007). Considerando que atualmente o filo Glomeromycota compreende cerca de 270 espécies descritas, tais estimativas nos alertam para o fato de que não chegamos a conhecer ainda 1% da diversidade total desse grupo de fungos. Quando levamos em consideração as estimativas de FMA para o Brasil, esse cenário tende a se intensificar. Reconhecidamente um país megadiverso, dado as suas proporções continentais, o Brasil possui 55% de representatividade global das espécies de FMA. A despeito dessa representatividade significativa, a grande extensão territorial do país dificulta a obtenção de um cenário compatível com o esperado, já que os dados de diversidade encontram-se distribuídos de maneira desigual entre os seus diferentes ecossistemas. Por outro lado, sabe-se que o Brasil detém mais de 56.000 espécies de plantas, fato que lhe caracteriza como uma das mais ricas floras do mundo (quase 19% da flora mundial) (GIULIETTI et al., 2005) e a natureza simbiôntica dos FMA nos permite esperar uma ocorrência generalizada associada a plantas, de modo que ambientes pouco explorados e estratégicos, como o bioma Amazônia e remanescentes de Mata Atlântica, por exemplo, permitirão o acréscimo de registros e a descrição de potenciais espécies novas para a ciência. Soma-se a isso a ausência de uma revisão morfológica e molecular das espécies esporocárpicas de FMA, tradicionalmente negligenciadas nos inventários taxonômicos, gerando uma imprecisão quanto à compreensão sobre aspectos da taxonomia, sistemática e evolução desse particular grupo de fungos. Diante disso, faz-se necessário ampliar as evidências moleculares bem como revisar os caracteres morfológicos do grupo, a partir de espécimes coletados em áreas 62 estratégicas no país, que fornecem habitats propícios para a obtenção de espécimes, como a Amazônia, a Mata Atlântica e os Brejos de altitude, além de consultas a espécimes disponíveis em herbários, a fim de melhor compreender as relações de parentesco entre as espécies esporocárpicas de FMA e consequentemente propor uma definição para o termo esporocarpo dentro do filo Glomeromycota, compatível com a diversidade do grupo. Dessa forma, a presente proposta traz como hipótese uma revisão da taxonomia, sistemática e evolução das espécies esporocárpicas de FMA, com ênfase em espécies neotropicais, permitindo assim o acréscimo de novos dados relevantes para o grupo, modificações nas interpretações da sistemática filogenética e o esclarecimento de aspectos atualmente obscuros na sistemática do grupo.

2. OBJETIVOS

2.1. Objetivo geral

O objetivo geral do projeto foi revisar morfologicamente as espécies esporocárpicas do filo Glomeromycota, auxiliando na definição de bases taxonômicas para o grupo.

2.2. Objetivos específicos

Objetivou-se também: (1) avaliar a diversidade de espécies esporocárpicas de FMA entre as áreas da Amazônia, Brejos de Altitude e Mata Atlântica (regiões tropicais), confrontando essa biodiversidade com os dados registrados para regiões temperadas e documentar novas espécies, quando disponíveis; (2) fomentar dados moleculares na descrição de novas espécies, quando disponíveis, utilizando sequências parciais do rRNA (LSU, SSU) e região ITS; (3) identificar, descrever e fotografar as espécies esporocárpicas de FMA registradas nas áreas de estudo; (5) elaborar uma chave de identificação para as espécies esporocárpicas de FMA e (6) incrementar o acervo de FMA no Herbário UFRN – Fungos (Universidade Federal do Rio Grande do Norte) e outros herbários nacionais.

63

3. METODOLOGIA

3.1. Área de estudo

Áreas de floresta tropical úmida são hábitats estratégicos para a condução de inventários que incorporem a busca por espécies esporocárpicas de FMA, uma vez que oferecem condições de alta umidade, alta disponibilidade de matéria orgânica e uma ampla variedade de substratos favoráveis ao desenvolvimento dessas espécies (Jobim et al.,, 2017). Por essa razão, foram selecionadas áreas situadas em três domínios estratégicos brasileiros: bioma Amazônia (Reserva Florestal Adolpho Ducke, Mamaus, AM), bioma Mata Atlântica (Parque Estadual Dunas de Natal, Natal, RN e Reserva do Patrimônio Natural da Mata Estrela, Baía Formosa, RN) e Brejos de Altitude (Apa da Serra de Baturité, Guaramiranga, CE) e (Floresta Nacional do Araripe, Crato, CE) (Figura 7 e 8).

Figura 7. Áreas de amostragem das espécies esporocárpicas de FMA: Amazônia, Brejos de Altitude e Mata Atlântica. 64

Figura 8. Áreas de coleta. A: Reserva Florestal Adopho Ducke, Manaus, AM; B: APA Serra de Baturité, Guaramiranga, CE; C: Flona Araripe, Crato, CE; D: Parque das Dunas, Natal, RN; E: Mata Estrela, Baía Formosa, RN. Fonte: http://geoparkararipe.urca.br/; https://ciclovivo.com.br/; https://apnrn.wordpress.com/; www.parquedasdunas.rn.gov; https://www.conhecendoomundo.com.br/.

3.1.1. Amazônia

► Reserva Florestal Adolpho Ducke

A área da Reserva Florestal Adolpho Ducke (RFAD) apresenta cerca de 10.000 hectares de Floresta Tropical Úmida, representada por florestas de terra firme e campinaranas e está localizada a nordeste da cidade de Manaus (02º55'S, 59º59'W). Os solos são tipicamente ácidos e muito pobres em nutrientes, predominantemente argilosos nos locais mais altos, tornando-se arenosos de características de solos podzólicos e hidromórficos à medida que a elevação diminui (CHAUVEL, 1982). 65

Segundo a classificação de Köppen (PEEL et al., 2007), o clima da região é tropical úmido (tipo Afi), com temperatura média anual de 26 ° C e precipitação média anual entre 1500 e 2500 mm (ALENCAR et al., 1979; RIBEIRO; ADIS, 1984).

3.1.2. Mata Atlântica

► Parque Estadual Dunas de Natal – RN

O Parque Estadual das Dunas de Natal (05º 48´a 05º 53´ S e 35º 09´ a 35º 12´ W) situa-se em Natal, Rio Grande do Norte e é parte integrante da Reserva da Biosfera da Mata Atlântica Brasileira, abrangendo 1.172 hectares de mata nativa, representada pela Mata de duna litorânea (FREIRE, 1990). Encontra-se inserido em uma faixa tropical úmida, de temperatura variável, de 22,6 ºC a 29,2 ºC e precipitação pluviométrica anual em torno de 1200 mm a 2000. mm (FREIRE, 1990).

► Reserva Particular do Patrimônio Natural da Mata Estrela – RN

A Reserva Particular do Patrimônio Natural Mata da Estrela (RPPN Mata Estrela) está localizada no município de Baía Formosa, Rio Grande do Norte e possui aproximadamente 2.040 ha, constituindo o maior resquício de Mata Atlântica sobre dunas do Brasil (LOURENÇO et al., 2009). Possui clima do tipo tropical chuvoso com verão seco, média pluviométrica variando entre 800 e 1200 mm anuais e vegetação desenvolvendo-se sobre o trecho litorâneo que compõe o depósito mais antigo que aflora entre Natal e Baía Formosa, com altitude máxima de 7m (KÖPPEN, 1948; CPTEC, 2007).

3.1.3. Brejo de altitude

► APA da Serra de Baturité – CE

A APA da Serra de Baturité (4° 16' 36.8" S e 38° 56' 20.4" O) abrange uma área de 32.690 hectares e está localizada na porção Nordeste do Estado do Ceará, a 90 km de Fortaleza (GOVERNO DO CEARÁ, 2018). Possui cobertura vegetal bastante diversificada, que faz parte do complexo florestal da mata atlântica, abrigando uma rica 66 biodiversidade com alto grau de endemismo (GIRÃO, 2006). As temperaturas, de modo geral, são atenuadas pelos níveis altimétricos elevados variando entre 19 e 22°C (GOVERNO DO CEARÁ, 2018). A incidência de totais pluviométricos elevados (média de 1500 milímetros anuais) permite incluí-la como uma das mais úmidas do Estado, fato oriundo da ação combinada da altitude e exposição do relevo face aos deslocamentos de massas de ar úmidas (GOVERNO DO CEARÁ, 2018). A APA apresenta um dos mais importantes enclaves da mata úmida do Estado do Ceará, representando um ambiente de exceção do bioma caatinga, sendo o principal centro dispersor de drenagem do setor norte ocidental do Estado (GOVERNO DO CEARÁ, 2018).

► Floresta Nacional Araripe – CE

A Floresta Nacional Araripe (FLONA Araripe) compreende uma área de 38 262,3261 ha situada no estado do Ceará (07º38’20’’S e 034º57’10’’W), possuindo vegetação predominante de formações de Floresta Úmida e Carrasco, passando por áreas de fitofisionomias de transição entre os dois extremos, com uma altitude média de 800m (SILVA et al., 2004; SANTOS et al., 2009). O clima da Flona é caracterizado como tropical chuvoso, temperatura média de 18°C e máxima de 24 °C, com precipitação anual por volta dos 1000 mm e precipitação no mês mais seco menor que 30mm (IBAMA, 2018).

3.2. Coleta de dados

As coletas foram realizadas durante os anos de 2017 e 2018 considerando-se a estação chuvosa. Os esporocarpos foram coletados com base na metodologia de Jobim et al. (2019a) (Figura 9). Os espécimes foram acondicionados em sacos plásticos e eppendorfs contendo sílica e levados a laboratório para análises morfológicas e extração de DNA. Todos os espécimes obtidos foram preservados e preparados para depósito no Herbário UFRN - Fungos. Consultas a espécimes oriundas de herbários de outras instituições foram realizadas e utilizadas para avaliação morfológica e molecular do grupo.

67

Figura 9. Coleta de glomerocarpos. A - B: Busca manual. C: Amostra de solo analisada para busca.

3.3. Caracterização morfológica dos glomerosporos

O material foi manipulado com auxílio de estereomicroscópio (40x), montados em lâminas para microscopia com PVLG (álcool-polivinilico e lactoglicerol) e PVLG + reagente de Melzer. A preparação dos glomerosporos para estudo e fotografia seguiu conforme metodologias descritas por Błaszkowski (2012). Os tipos de camadas dos glomerosporos foram identificados segundo terminologia definida por Błaszkowski (2012) e Walker (1983). As espécies foram identificadas segundo Schenck e Pérez (1990), Goto (2009), Błaszkowski (2012) e outras literaturas pertinentes. A classificação aplicada no desenvolvimento desse estudo seguiu Oehl et al., (2011), incluindo taxa adicionais propostos por Błaszkowski (2012, 2014, 2017, 2018, 2019), Goto et al. (2012), Jobim et 68 al. (2019), Marinho et al. (2014), Oehl et al. (2014), Sieverding et al. (2014) e Symanczik et al. (2018), Corazon-Guivin et al. (2019a, b). Os caracteres e informações das espécies obtidas das coleções institucionais encontram-se discriminados no quadro a seguir (Quadro 2). Para determinação da natureza da cor das estruturas, foi utilizado como base o atlas de cores proposto por Küppers (1979).

Quadro 2. Informações coletadas das espécies revisadas tanto em coleções como obtidas em campo. Natureza da informação Caractere Estrutura microscópica Aspecto do conteúdo citoplasmático Cor dos glomerosporos Forma dos glomerosporos Tamanho dos glomerosporos Número de paredes e camadas Composição da parede Peridiosporo Cor da hifa Tamanho da hifa Forma da hifa Parede da hifa Presença/ ausência e estrutura do poro/ septo Reação em Melzer Estrutura macroscópica Arranjo (esporocarpo strictu sensu ou fascículo) Presença/ ausência de perídio Cor* Tamanho Forma Hifa do plexo central Gleba Dados ambientais Padrão de ocorrência: hipógeo o epígeo 69

Substrato País/ Domínio climático Formação de micorriza Hospedeiros associados Estruturas micorrízicas formadas Posição filogenética

3.4. Caracterização molecular dos glomerosporos

Após a caracterização morfológica, glomerosporos sadios (conteúdo citoplasmático íntegro) foram selecionados e enviados para a caracterização molecular.

3.4.1. Análises moleculares: extração de DNA, PCR, clonagem e sequenciamento

O DNA bruto das espécies foi extraído de oito esporos de cada fungo. Os detalhes do tratamento dos esporos antes das reações em cadeia da polimerase (PCRs), as condições e os primers usados nas PCRs para obter as seqüências SSU ‒ ITS ‒ LSU foram os descritos em Błaszkowski et al. (2015a, b), Krüger et al. (2009) e Symanczik et al. (2014). Para obter seqüências de RPB1 dos fungos, foram realizadas nested PCRs em condições recomendadas e com primers desenhados por Krüger et al. (2009) e Stockinger et al. (2014). A clonagem e a sequenciação dos produtos de PCR para obter ambos os tipos de sequências foram realizadas como descrito por Błaszkowski et al. (2015a). As seqüências estão sendo depositadas no GenBank.

4. RESULTADOS

4.1. REVISÃO TAXONÔMICA DAS ESPÉCIES ESPOROCÁRPICAS

Do total das 94 espécies esporocárpicas de FMA, foram recebidas 64 espécies de coleções institucionais, das quais 25 correspondem a holótipos, 8 isótipos, 2 parátipos e 24 não tipos, cedidos pelos OSC Herbarium, EUA, United Herbarium, Suíça, Department of Plant Protection, Polônia e colaboradores, estes depositados no Herbário da Universidade Federal do Rio Grande do Norte (UFRN – Fungos), Brasil (Tabela 3). 70

Tabela 3. Espécies obtidas através de empréstimos de coleções e status de revisão. Espécie Coleção A. sporocarpia OSC #47836 (isótipo) e OSC #130504 (não tipo).

C. corymbiforme DPP 2022 (Holótipo) e OSC #: 53909 (Isótipo)

D. achra DPP 2885 (holótipo), DPP 2814 – 2884 e 2886 – 2894 (isótipos) D. aurea Z + ZT 8-171 (holótipo) D. bernensis Z + ZT 52558 (holótipo) D. compressa Z + ZT 52538 (holótipo) D. difficilevidera DPP 3414 (holótipo)

D. disticha Błaszk. DPP 3361 e DPP 3362 – 3380 (holótipo)

D. iranica DPP 3186 – 3207 (holótipo) D. lithuanica DPP 3531 – 3537 (holótipo)

D. minuta DPP 2246 (holótipo)

F.halonatum OSC #41351 (holótipo)

G. ambisporum OSC #44289 (holótipo) G. badium OSC #136588 (isótipo) e Z+ZT #4992 (holótipo) G. clavisporum OSC #38845 (holótipo)

G. convolutum OSC #30985 (holótipo), OSC# 29279 (parátipo), MICH 134794, (isótipo) OSC #48919, OSC #49158, OSC #49900 e OSC #131953 (não tipo)

G. coremioides OSC #28579 (não tipo)

G. fuegianum DPP 2171 – 2173 (não tipo) G. glomerulatum OSC #46674 (holótipo) 71

G. herrerae UFRN – Fungos 2800 (holótipo), URM 90070 (isótipo) G. heterosporum OSC #44288 (holótipo)

G. macrocarpum OSC #34831 (não tipo), OSC #34821 (não tipo), UFRN – Fungos 3281 (não tipo) G. melanosporum OSC #59915 (tipo), OSC #13847 (não tipo) e OSC #14923 (não tipo) G. microcarpum. OSC #34595 (não tipo), OSC # 63398 (não tipo), OSC #63404 (não tipo) e UFRN – Fungos 3279 (não tipo) G.mortonii OSC #49460 (holótipo) G. nanolumen OSC #49585 (holótipo), DPP 649 (isótipo) G. radiatum OSC #61607 (não tipo) e OSC #OSC #: 108913 (não tipo) G. rubiforme OSC #28737 (holótipo) G. segmentatum UFRN – Fungos 2687 (não tipo) G. sinuosum OSC #38845 (holótipo) G.trufemii UFRN – fungos 1482 (holótipo) R. fragile OSC #152457 (não tipo) R. fulva OSC #61335 (não tipo), UFRN – Fungos 3276, 3277 e 3278 R. megalocarpa DPP: 3102 – 3103 (não tipo) R. pulvinata OSC #61329 (não tipo), #61326 (não tipo)

Rh.aggregatum OSC # 40254 (holótipo) Rh. clarum OSC #37519 (holótipo) Rh. custos DPP 3157 – 3166 (glomerosporos cedidos por Dr. Y. Dalpé (DAOM 236361) (parátipo) Rh. fasciculatum OSC #80585 (não tipo), #61326 (não tipo) Rh. intraradices DPP 2733 (não tipo) Rh. manihotis OSC #41498 (isótipo). Rh. microaggregatum DPP 3058 – 3060 (não tipo) 72

Rh. vesiculiferum OSC #28727 (não tipo)

4.1.1. Definição padronizada de conceitos para espécies esporocárpicas de FMA e distribuição dos caracteres morfológicos no grupo

Os conceitos descritos a seguir foram definidos com base na revisão da literatura vigente sobre descrições de espécies esporocárpicas, análises dos acessos (holótipos, parátipos, isótipos) concedidos pelas coleções institucionais e espécimes coletados, bem como análises taxonômicas previamente fornecidas por Gerdemann e Trappe (1974), Berch e Fortin (1983), Shenck e Pérez (1990), Goto e Maia (2006), Kirk et al. (2008) e Jobim et al. (2019a). a) Conceitos aplicados para espécies esporocárpicas sensu lato de FMA

► Espécies esporocárpicas sensu lato: correspondem a todas as espécies previamente referidas na literatura como espécies esporocárpicas, antes da proposição do termo glomerocarpos por Jobim et al. (2019a), compreendendo, portanto, espécies que formam cluster e espécies que formam glomerocarpo.

► Espécies esporocárpicas sensu stricto: correspondem exclusivamente as espécies que formam glomerocarpos (Jobim et al., 2019a). Estão inclusas nessa nomenclatura: espécies que formam glomerocarpos com perídio e gleba diferenciada, espécies que formam glomerocarpos com perídio e gleba não diferenciada e espécies que formam glomerocarpos sem perídio.

► Glomerocarpo: arranjo primário que os glomerosporos se desenvolvem em conglomerados que podem ser cercados ou não por um perídio e sua formação envolve a associação de vários glomerosporos formados a partir de uma ou muitas hifas (BERCH; FORTIN, 1983, SHENCK; PEREZ, 1990; JOBIM et al., 2019a). Os glomerocarpos representam o arranjo mais complexo de desenvolvimento de glomerosporos agregados, formando verdadeiras estruturas macroscópicas com aspectos morfológicos próprios de sua natureza, tais como perídio, gleba, rizomorfa e exsudatos. 73

As espécies que formam glomerocarpos podem ser classificadas ainda em três subcategorias: (1) glomerocarpos com perídio e gleba diferenciada, (2) glomerocarpos com perídio e gleba não diferenciada e (3) glomerocarpos sem perídio (Figura 10). Podem ser distinguidos arranjos não organizados (randômicos) ou arranjos organizados (paralelo e/ ou radial) (Figura 11) (BERCH; FORTIN, 1983).

Figura 10: glomerocarpo: subcategorias. A - glomerocarpo com perídio e gleba diferenciada. B - glomerocarpo com perídio e gleba não diferenciada. C - glomerocarpo sem perídio.

74

Figura 11: tipo de arranjo. A: arranjo organizado. B: arranjo não organizado.

► Cluster: arranjo secundário de glomerosporos nos quais os glomerosporos estão agrupados ao redor de uma hifa ramificada ou rede de hifas. As espécies que formam clusters podem ser classificadas em subcategorias: clusters intrarradicais (produzidos no interior de raízes) e clusters extrarradicais, sendo esses frouxos a compactos (origem reportada no ambiente de campo, externo às raízes) (Figura 12). Diferente dos glomerocarpos, os clusters não desenvolvem caracteres morfológicos autênticos, sendo constituídos basicamente por glomerosporos e hifa intraesporocárpica.

Figura 12: cluster: subcategorias. A: cluster intrarradical. B: cluster extrarradical. C: cluster compacto.

► Perídio: rede de hifas entrelaçadas, prosenquimatosas, que formam uma membrana que circunda os glomerocarpos, de forma parcial ou total (Figura 13). Pode ser composto por hifas, espessas ou finas, hialinas a pigmentadas, retas a sinuosas bem individualizadas a ramificadas, raramente septadas, reativas ou não ao Melzer. Possuem ainda textura uniforme ou cotonosa, são contínuos ou descontínuos com a composição 75 da gleba quanto à estrutura da hifa e cor. Para análise da estrutura do perídio, recomenda-se a realização de uma secção transversal ao glomerocarpo, retirando-se uma fina lâmina de sua estrutura, preparar em lâminas contendo PVLG e PVLG + Reagente de Melzer, verificando sua estrutura com auxílio do microscópio, forma esta que permite um diagnóstico comparativo em relação às hifas que compõem a gleba.

Figura 13: tipo de hifa do perídio. A: perídio composto por hifas retas. B: perídio composto por hifas sinuosas.

► Peridiosporo: rede de hifas entrelaçadas, anastomosadas, pseudoparenquimatosas ou prosenquimatosas, que formam uma membrana que circunda individualmente e por completo cada glomerosporo (Figura 14). O peridiosporo pode estar aderido aos glomerosporos em pouca, média a alta intensidade, que repercute diretamente no nível de dificuldade para sua remoção, durante manipulação em laboratório. Além disso, pode apresentar baixa ou alta amplitude além dos glomerosporos, sendo composto por hifas espessas ou finas, hialinas ou pigmentadas, estreitas, ramificadas a sinuosas e reativas ou não ao Melzer, adquirindo intensidade fraca a forte, contínua ou descontínua em relação ao perídio, quando presente.

76

Figura 14: peridiosporo. A: peridiosporo pseudoparenquimatoso. B – peridiosporo prosenquimatoso.

► Gleba: constitui a estrutura esporulante do glomerocarpo, consistindo em uma rede de hifas entrelaçadas, prosenquimatosas, bem desenvolvidas, na qual os glomerosporos se encontram imersos. A gleba, presente nas estruturas mais complexas, isto é, nas espécies que formam glomerocarpos com perídio, apresenta propriedades de composição da hifa, tais como cor, comprimento, diâmetro, espessura da parede, presença/ ausência de septo e reatividade ao Melzer, além de disposição em arranjo, cruzado ou paralelo. Pode ainda, durante a realização de uma secção em sua conformação, promover a liberação de exsudatos. A gleba pode encontrar-se: 1) parcialmente recoberta por perídio ou detém ausência dessa estrutura, constituindo uma gleba gimnocárpica, ou 2) apresentando cobertura completa por perídio (gleba angiocárpica) (Figura 15). A distribuição dos glomerosporos na gleba pode ser rala ou densa. Além disso, pode produzir glomerosporos monomórficos ou dimórificos. Para análise da estrutura do perídio, recomenda-se a realização de uma secção transversal ao glomerocarpo, retirando-se uma fina lâmina de sua estrutura, preparar em lâminas contendo PVLG e PVLG + Reagente de Melzer, verificando sua estrutura com auxílio do microscópio, forma esta que permite um diagnóstico comparativo em relação às hifas que compõem o perídio. 77

Figura 15: abrangência da cobertura do perídio. A: cobertura total por perídio. B: cobertura parcial por perídio. C – D: distribuição dos glomerosporos no glomerocarpo. C: distribuição rala. D: distribuição densa.

► Hifa intraesporocárpica: consiste no conjunto de hifas a partir dos quais se desenvolvem os glomerosporos (Figura 16), não chegando, contudo, ao grau de complexidade da estruturação de uma gleba, sendo proposta, na presente revisão, o emprego desse termo para espécies que formam clusters. A hifa intraesporocárpica apresenta propriedades de composição da hifa: cor, comprimento, diâmetro, espessura da parede, presença/ ausência de septo, espaçamento entre septo, presença; ausência de estruturas associadas (vesículas) e reatividade ao Melzer e Azul de Tripano.

78

Figura 16: hifa intraesporocárpica.

► Hifa do plexo central: hifa que funciona como ―centro de origem‖ do esporocarpo, orientando espacialmente o desenvolvimento dos glomerosporos (Figura 17). Pode estar presente solitariamente ou em mais de uma unidade, isto é, apresentando vários centros de origem, orientando disposições randômicas (não organizadas) e padronizadas (organizadas) dos glomerosporos, como os registrados arranjos paralelo e radial. Apresenta propriedades de composição da hifa: cor, comprimento, diâmetro, espessura da parede e reatividade ao Melzer e Azul de Tripano.

Figura 17: hifa do plexo central.

► Cor: propriedade sob influência das propriedades edáficas do meio ambiente em que a espécie foi encontrada originalmente. Varia de acordo com estágio de desenvolvimento e, por essa razão, deve-se preferencialmente ser registrada a partir da observação direta em campo (espécime fresco), e observada sua variação após transcorrer da longevidade em laboratório, utilizando-se como referencial consulta a carta de cores (sugestão: KÜPPERS, 1979; KORNERUP; WANSCHER, 1983).

► Tamanho: atributo que varia de acordo com estágio de desenvolvimento do glomerosporos e também se encontra sob influência da interação com o meio ambiente, considerando que a exposição ao solo é vulnerável ao atrito mecânico com elementos de naturezas diversas (ação dos ventos, partículas orgânicas e interação com animais) e que pode levar a reduzir a totalidade da estrutura original. Portanto, sua dimensão só pode ser estimada, com exata precisão, a partir do cultivo de espécimes em laboratório, sendo 79 importante discernir que a informação obtida a partir da análise de material de campo é meramente pontual. Para aferir o tamanho de uma espécie glomerocárpica, globosa a subglobosa, se deve obter as medidas da extensão de dois diâmetros posicionados perpendicularmente, a partir das posições de maior comprimento e, no caso de espécies pulvinadas a poligonais, deve-se fornecer as medidas da base, ápice e altura (Figura 18).

Figura 18: obtenção do tamanho em glomerocarpos. A: Obtenção do tamanho de glomerocarpo globoso a partir da aferição de dois componentes do diâmetro (d1 e d2), esses contemplando eixos de maiores dimensões. B: Obtenção do tamanho de glomerocarpo pulvinado a partir das dimensões de ápice (a), altura (h) e base (b).

► Forma: característica instável, devido à influência das interações com meio ambiente. Todavia, a partir das descrições prévias é possível detectar padrões associados às espécies, que variam de formas globosas, subglobosas, convolutas, pulvinadas, cuneadas, poligonais a irregulares (Figura 19).

80

Figura 19: variedade das formas observadas nos glomerocarpos. A: glomerocarpo globoso. B: glomerocarpo pulvinado. C: glomerocarpo irregular. D: glomerocarpo poligonal.

► Conteúdo citoplasmático: apesar de não constituir precisamente um caractere exclusivo das espécies esporocárpicas, uma vez que todo esporo consiste em uma célula de resistência com conteúdo inerente, a aparência do conteúdo citoplasmático em espécies esporocárpicas pode vir somar às informações de características diagnósticas das espécies. O conteúdo citoplasmático pode variar de aspecto globular ou granular, intensidade da concentração (densa/ não densa), centralizada ou descentralizada e presença/ ausência de pigmentação (Figura 20).

81

Figura 20: conteúdo citoplasmático. A: conteúdo citoplasmático globular descentralizado. B: conteúdo citoplasmático globular centralizado. C: conteúdo citoplasmático granular descentralizado. D: conteúdo citoplasmático granular centralizado.

► Exsudato: substância orgânica liberada pelos glomerocarpos ao ser realizada uma secção em sua estrutura, apresentando propriedades de cor, odor e textura (Figura 21).

82

Figura 21: exsudato liberado por glomerocarpo.

► Rizomorfa: conjunto de hifas estéreis, concentradas na porção basal do glomerocarpo, similares a raízes, com papel (hipotético) auxiliar na adesão do fungo ao substrato (Figura 22).

Figura 22: Rizomorfa auxiliando glomerocarpo na adesão a substrato. b) Distribuição dos caracteres morfológicos no grupo

► Glomerocarpo e cluster

Das 98 espécies esporocárpicas, 59 (um percentual de 60% do total) formam glomerocarpos, isto é, desenvolvem estruturas compactas, macroscopicamente diagnosticáveis, circundadas ou não por um perídio (Quadro 3). Dentre essa categoria, 83

13 espécies apresentam glomerocarpos com perídio e gleba diferenciada, 17 apresentam glomerocarpos com perídio sem gleba diferenciada e 31 apresentam glomerocarpos sem perídio (Figura 23). A presença de perídio recobrindo o corpo de frutificação pode ser encontrada nos gêneros Diversispora, Dominikia, Funneliformis, Glomus, Kamienskia, Redeckera, Rhizoglomus e Sclerocarpum (Quadro 3) (BŁASZKOWSKI et al., 2015; JOBIM et al., 2019a; TULASNE; TULASNE, 1944; WALKER; SCHÜßLER, 2004, 2010). É possível especular que o perídio em espécies que formam glomerocarpos seja uma característica mais recente no curso da evolução dos FMA, tendo em vista sua baixa representatividade nos diferentes gêneros do grupo e maior frequência na família Glomeraceae, clado mais diversificado filogeneticamente em espécies no filo.

Presença/ ausência de perídio nos glomerocarpos 20 18 16 14 12 10 8 6 CP 4 SP 2 0

Figura 23. Presença/ ausência de perídio nos glomerocarpos. CP: com perídio; SP: sem perídio.

Existe uma linha tênue entre algumas espécies que representam subcategorias supramencionadas, particularmente as espécies que formam glomerocarpo sem perídio . Espécies as quais não foi possível a obtenção de amostras oriundas das coleções institucionais, por exemplo, têm sua classificação respaldada exclusivamente em dados de literatura prévia, fato que, somado ao cenário de que muitas dessas espécies são de coleta restrita a localidades específicas (ex: A. sporocarpia, G. autrale, G. arborense, G. atrouva), torna inviável confirmar a interpretação à luz da época (BERCH, 1985; BERCH; FORTIN, 1985; MCGEE, 1986; MCGEE; TRAPPE, 2002). É possível que determinadas espécies, por exemplo, contenham perídio contínuo com a gleba, e os 84 autores tenham considerado essa característica como ausência de perídio, como é o caso, por exemplo, de G. convolutum e G. radiatum, espécies consideradas originalmente sem perídio, em contraste com a presente revisão (BERCH; KOSKE, 1986; GERDEMANN; TRAPPE, 1974). Há ainda casos em que o perídio pode recobrir o glomerocarpo de forma total ou parcial, como reportado para D. sporocarpia, Glomus macrocarpum e R. fulva, e a descrição original tenha sido respaldada exclusivamente sobre análise de espécime com uma das duas condições (BECKERLEY; BROOME, 1873; JOBIM et al., 2019a; TULASNE; TULASNE, 1844). Outro problema trata-se da classificação enquanto formação de cluster ou glomerocarpo. Devido a amplitude da utilização do termo esporocarpo nos primórdios da taxonômica de FMA, é possível que espécies aqui referidas como glomerocarpos sem perídio correspondam a clusters, porém, devido a inacessibilidade de exemplares da série tipo, torna-se inviável a confirmação de sua natureza. Por razões de segurança, optou-se pela criação da subcategoria ―formação de glomerocarpo sem perídio‖, considerando dados de descrições originais e revisões taxonômicas, porém, realiza-se a ressalva de que tais espécies demandam atenção futura para validação da presente representação categórica, podendo ser redistribuídas nas subcategorias ―clusters‖ ou ―formação de glomerocarpo com perídio e gleba não diferenciada‖. As espécies que formam glomerocarpos podem apresentar os glomerosporos distribuídos de forma densa ou delgada, organizada (paralela e/ ou radial) ou não organizada (randômica), distribuídos aleatoriamente na gleba (Figura 24). Cada glomerocarpo pode conter de centenas a milhares de glomerosporos e para que esses sejam removidos e separados para preparação de lâminas para microscopia, é necessária a realização de uma secção trasnversal ao longo do corpo ou simples raspagem sobre a superfície. Variam de formas globosas, subglobosas, irregulares a poligonais, que compreendem desde grandes corpos de frutificação (estruturas > 3 mm; ex: A. sporocarpia, G. macrocarpum, R. megalocarpa) a médios e pequenos corpos (estruturas < 3 mm e > 1 mm e < 1 mm, respectivamente; ex: G. nanolumen, G. taiwanensis) (BERCH, 1985; REDECKER et al., 2007; TULASNE; TULASNE, 1974). A cor dos glomerocarpos pode diferir de preto ou branco a variações de tons claros a intensos de marrom, laranja, amarelo e cinza. Um total de 38 produzem clusters, também designados na literatura como ―fascículos‖. Os clusters desenvolvem-se através de uma hifa esporógena ramificada a partir de uma hifa parental contínua com uma hifa micorrízica extraradical. Essa 85 estrutura compreende menor complexidade quanto ao arranjo dos glomerosporos, sendo compostos basicamente por glomerosporos e hifas, facilmente removíveis durante manipulação em laboratório. Os clusters podem ser produzidos no interior de raízes (cluster intrarradical), serem produzidos externamente as raízes (clusters extrarradicais) (Quadro 3) serem produzidos em ambas as formas e, quando extrarradicais, podem formar de pequenos agregados a aglomerações compactas (Figura 25). Inventários que incluam amostragem em campo combinados a realização de testes de desenvolvimento a partir do cultivo das espécies em casa de vegetação são importantes para auxiliar a investigar se espécies descritas originalmente a partir de cluster extrarradicais também se desenvolvem no interior de raízes, uma vez que muitas descrições pioneiras limitam- se à condição originalmente acessada. Também é importante destacar que dentre as espécies que formam glomerocarpos, algumas também apresentam registros na forma de clusters (Quadro 3), que pode ser atribuída a uma natureza dual; a própria interação com elementos naturais in situ, tais como decomposição orgânica, lesões mecânicas e predação por animais ou ainda pela mera fragmentação dos esporocarpos submetidos aos métodos convencionais de extração dos glomerosporos a partir do solo do campo. As espécies que formam clusters podem formar aglomerados discretos, contendo de 2–5 glomerosporos (ex: R. custos e S. africanum), a agregados proeminentes, com ≥ 100 glomerosporos (ex: D. bernensis e D. indica) (BALGO; DALPÉ, 2009; BLASKOWSKI et al, 2010a, b; OEHL et al., 2014). Espécies do gênero Rhizoglomus apresentam desenvolvimento versátil, produzindo desde glomerosporos frequentemente dentro de raízes (ex: R intraradices, R. arabicum e R. manihotis) bem como também dentro de glomerosporos inativos de outros FMA (ex: R. microaggregatum), além do desenvolvimento em clusters extrarradicais, compactos e epígeos (ex: R. maiae) (BŁASZKOWSKI et al., 2014; SCHENCK; SMITH, 1982; SCHENCK et al., 1984). K. bistrata é a única espécie de outro gênero que documenta desenvolvimento inicial no interior de raízes, tal como reportado para espécies de Rhizoglomus, porém com ocorrência rara (BŁASZKOWSKI et al., 2009). As dimensões dos fascículos são reduzidas em relação aos glomerocarpos, variando de 0,01 a ≅ 13 mm. Suas cores abrangem de preto a tons escuros a claros de marrom, vermelho, laranja e amarelo.

Quadro 3. Desenvolvimento em cluster e em glomerocarpo nas espécies de FMA. Espécie Espécies esporocárpicas sensu lato 86

Espécies esporocárpicas Cluster Glomerocarpo Com perídio Sem Intrarradical Extrarradical Gleba Gleba não perídio diferenciada diferenciada A. sporocarpia x Ar. myriocarpa x x C. corymbiforme x x D. epigaea x x D. sporocarpia x¹ x D. tenera x² D. versiformis x² Do. achra x Do. aurea x Do. bernensis x x Do. compressa x x Do. difficilvidera x Do. disticha x Do. duoreactiva x Do. indica x Do. lithuanica x Do. iranica x Do. minuta x Dominikia sp. x² nov. F. coronatum x² F. halonatum x F. monosporus x F. mosseae ? ? G. ambisporum x G. arborense x G. atrouva x G. australe x² G. badium x G. botryoides x G. canum x² G. cerebriforme x G. clavisporum x G. convolutum x² 87

G. coremioides x G. cuneatum x² G. fuegianum x² G. glomerulatum x G. herrerae x x G. heterosporum x G. macrocarpum x¹ G. melanosporum x¹ G. microcarpum x² x³ G. mortonii x G. nanolumen x G. pachycaule x G. pallidum x³ G. pansihalos x² G. pellucidum x G. radiatum x² G. rubiforme x G. segmentatum x² G. sinuosum x² G. spinosum x G. taiwanensis x G. tenebrosum x² G. tetrastratosum x G. trufemii x x G. vesiculiferum x² G. warcupii x² Glomus sp. nov. x¹ Kamienskia x x x² bistrata Kamienskia sp. nov. M. litorea x Mi. divaricata x Mi. perpusilla x Mi. peruviana x N. plukenetiae x O. emiratium x R. avelingiae x² R. canadensis ? ? 88

R. fragilis R. fulva x³ R. megalocarpa x² R. pulvinata x Redeckera sp. x¹ nov. Rh. aggregatum x x x Rh. antarticum x Rh. arabicum x x Rh. clarum x x Rh. custos x x Rh. dalpea x x Rh. fasciculatum x x x Rh. intraradices x x Rh. invermaium x Rh. irregulare x x Rh. maiae x Rh. manihotis x x Rh. x x microaggregatum Rh. natalense x x Rh. proliferus x Rh. variable x Rh. venetianum x x² Rh. silesianum x S. amazonicum x³ Se. africanum x Se. jasnowskae x Se. nigrum x V. viscosa x 1. Espécies que apresentam perídio recobrindo glomerocarpos parcialmente; 2. Espécies que apresentam perídio recobrindo glomerocarpos totalmente; 3. Espécies que apresentam perídio recobrindo glomerocarpos parcialmente ou totalmente; .A espécie não foi acessada pessoalmente e não há esclarecimento disponível na literatura sobre o caractere.

89

90

Figura 24. Variação na estrutura dos glomerocarpos. A: G. microcarpum. Glomerocarpo coberto por perídio; barra de escala = 0,5 mm; B: S. amazonicum. Glomerocarpo com perídio e gleba diferenciada; barra de escala = 0,5 mm; C: G. radiatum. Glomerocarpo com perídio e gleba não diferenciada; barra de escala = 1 mm; D: D epigaea. Glomerocarpo sem perídio; barra de escala = 0,5 mm; E: G. melanoporum. Distribuição delgada dos glomerosporos; barra de escala = 1 mm; F: R. fulva. Distribuição densa dos glomerosporos; barra de escala = 0,5 mm; G: G. taiwanense. Arranjo ordenado, com disposição paralela dos glomerosporos, emergindo radialmente de um plexo central. Os glomerosporos podem se distribuir em várias camadas; barra de escala = 150 μm; H: G. coremoides: Arranjo ordenado, hemisférico, com disposição paralela dos glomerosporos, emergindo radialmente de um plexo central. Os glomerosporos podem se distribuir em uma única camada, hemisférica; barra de escala = 150 μm.

Figura 25. Variação na estrutura dos clusters. A: R. manihotis. Cluster intraradical; PVLG; barra de escala = 500 μm; B: D. bernensis. Cluster extrarradical; PVLG; barra de escala = 100 μm; C: D. indica. Cluster extrarradical; PVLG; barra de escala = 40 μm; Cluster extrarradical; barra de escala = 100 μm; D: R. maiae. Cluster extrarradical, compacto e epígeo; barra de escala = 1 mm.

► Perídio

No contexto do Reino Fungi, o perídio é definido membrana que circunda o corpo de frutificação e, no caso dos FMA, consiste em um emaranhado de hifas que não 91 perde sua individualidade e cobre os esporocarpos ou, individualmente, os glomerosporos, designado também, nessa situação, como peridiosporo (Kirk et al., 2001, Goto, 2009). Na literatura disponível sobre taxonomia de FMA, o perídio pode ser referido como ―hifa extraesporocárpica‖ e, mais comumente, junto ao peridiosporo, como ―manto de hifas‖, sem diferenciação clara, o que pode causar confusão na intepretação das descrições, uma vez que muitas das espécies que apresentam perídio não apresentam peridiosporo, que constitui um carater taxônomico distinto, presente na composição da parede dos glomerosporos (C. corymbiforme, G. convolutum, G. mortonii e Glomus sp. nov) (BENTIVENGA; HETRICK, 1991; BLASKOWSKI, 1985, GERDEMANN; TRAPPE, 1974). A diversidade estrutural do perídio ainda não é bem documentada nas descrições, inviabilizando o conhecimento sobre a variação morfológica dessa estrutura nos esporocarpos (GOTO, 2009), porém, constitui um caractere taxonômico que pode vir a ajudar a separação de grupos para efeito de chaves de identificação, visto que pode variar em uma série de atributos, tais como: complexidade (cobertura total ou parcial do esporocarpo), textura (cotonoso - também referido na literatura como flocoso – ou uniforme), cor (hialino a pigmentado), diâmetro da hifa, espessura da parede da hifa, comprimento, padrão de conformação (entrelaçado sinuoso) e reatividade ao Melzer (Figura 26). Redeckera fulva é um exemplo de espécie apresenta perídio bem desenvolvido e, em alguns espécimes, de aspecto cotonoso (= flocoso), isto, esbranquiçado conferindo a aparência de algodão, podendo mudar sua cor de acordo com o estádio de vida, variando de branco, quando jovem, a tons de ochre quando atinge a maturidade (BERCKELEY; BROOME, 1973). Também é percebida variação de acordo com localidade de origem, como efeito das interações naturais com meio ambiente (JOBIM, observação pessoal). Outras espécies que apresentam textura cotonosa do perídio são G. canum, G. convolutum, G. cuneatum, G. warcupii (GERDEMANN; TRAPPE, 1974; MCGEE, 1986; MCGEE; TRAPPE, 2002). Já D. sporocarpia, G. pallidum, G. fuegianum e G. macrocarpum, G. melanosporum, G. microcarpum e G. pallidum constituem exemplos de espécies que apresentam perídio menos desenvolvido documentado, podendo ser encontrado recobrindo totalmente ou recobrindo apenas parte do esporocarpo (GERDEMANN; TRAPPE, 1974; HALL, 1977; JOBIM et al., 2019a; SPEGAZZINI, 1887; TULASNE; TULASNE, 1944). 92

Devido à ausência de informação metodológica sobre as avaliações taxonômicas torna-se limitado avaliar a variação em relação às dimensões do perídio, no tocante à extensão, diâmetro e espessura da parede da hifa, dificultando estudos comparativos. As hifas do perídio podem variar em termos da intensidade do entrelaçamento das hifas, sendo comumente entrelaçadas mais firmemente e menos frequentemente, frouxamente entrelaçadas (x: G. melanosporum, G. segmentatum e F. halonatum), em relação ao diâmetro, finas, 1,5 – 5 μm (ex: G. canum, G. convolutum, G. cuneatum, G. segmentatum e R. fulva) a largas, 10 – 20 μm (G. australe), com parede fina (G. canum, G. cuneatum) a espessa (ex: G. sinosum) (GERDEMANN; TRAPPE, 1974; MCGEE; TRAPPE, 2002; TRAPPE, 1979). Quanto à forma, apresentam um padrão geral de hifas retas e ramificadas, à exceção de G. sinuosum e G. vesiculiferum, que apresentam uma aparência peculiar, que lhe concederam epíteto específico (GEDERMANN; BAKSHI, 1976; GERDEMANN; TRAPPE, 1974). G. sinuosum forma hifas de parede espessa, sinuosas e G. vesiculiferum, por sua vez, possui perídio com presença de vesículas de parede fina, inicialmente globosas, 152 x 103 µm se tornando elipsoides a amplamente clavadas (GEDERMANN; BAKSHI, 1976; GERDEMANN; TRAPPE, 1974). Quanto a reatividade em Melzer, registra-se presença de reação nos perídios de G. convolutum, G. segmentatum e Glomus sp. nov, sendo essa mais forte nas duas últimas (Figura 26).

93

Figura 26. Variação no perídio (P). A: G. segmentatum. Perídio reativo ao Melzer. Melzer; barra de escala = 50 μm; B: G. convolutum. Perídio reativo ao Melzer, porém menos intensamente em relação ao peridiosporo; Melzer; barra de escala = 100 μm; C: G. radiatum. Perídio composto por hifas amareladas, entrelaçadas e muito finas; PVLG; barra de escala = 100 μm; D: G. sinuosum. perídio composto por hifas sinuosas, largas; PVLG; barra de escala = 100 μm.

► Peridiosporo

O peridiosporo, também designado na literatura como manto do esporo (GERDEMANN ; TRAPPE, 1974) ou simplesmente manto (BŁASZKOWSKI , 2012), pode variar quanto a estrutura da hifa (extensão, diâmetro e espessura da parede) reatividade ao Melzer e aderência aos glomerosporos, que consiste no nível de dificuldade em sua remoção por manipulação em laboratório (Quadro 4). C. corymbiforme, Glomus convolutum, G. mortonii, G. sinuosum e Glomus sp. nov. constituem as únicas espécies esporocárpicas que formam peridiosporo (Figura 27) (BENTIVENGA; HETRICK, 1991; BŁASZKOWSKI , 1985; GEDERMANN; BAKSHI, 1971; GERDEMANN; TRAPPE, 1974). 94

O peridiosporo pode constituir um caractere útil para incremento de chaves, na medida em que dados sobre essa estrutura forem incorporados mediante a descrição de novas espécies esporocárpicas, pois atualmente, encontra-se presente em poucos representantes. Glomus convolutum e Glomus sp. nov apresentam glomerosporos recobertos por peridiosporo hialino, que confere uma aparência similar quando observados sob estereomicroscópio (GERDEMANN; TRAPPE, 1974). Ademais, ambas as espécies formam peridiosporo em padrão pseudoprosenquimatoso, cujo envolvimento ao entorno do glomerosporos diferencia-se da composição do perídio, que apresenta aspecto parenquimatoso. Todavia, além da presença de diferenças quanto à variação em cor (G. convolutum forma glomerosporos hialinos a amarelados, enquanto Glomus sp. nov. forma glomerosporos hialinos, com conteúdo plasmático amarelo bem delimitado no interior) e composição da parede (apenas uma camada presenta em G. convolutum em relação a duas camadas em Glomus sp.nov.), as espécies diferem por G.convolutum formar um peridiosporo extenso, menos difícil de remover de seus glomerosporos, atingindo até 50 μm de espessura de uma rede de hifas finas (< 2 μm ) entrelaçadas ao passo que Glomus sp. nov. desenvolve um peridiosporo mais extenso (peridiosporo > 50 μm) de hifas espessas (> 2 μm), densamente entrelaçado e dificilmente removível dos glomerosporos, mesmo quando submetido a tratamentos agressivos como imersão em ácido lático (C3H6O3) e hidróxido de potássio (KOH 10%) (Jobim, observação pessoal). Ambas espécies exibem reação em Melzer no peridiosporo. Já G. mortonii apresenta peridiosporo variando de (2–)15(–49) µm, facilmente removível, composto de hifas finas, 2 μm caracteristicamente sinuosas a levemente contorcidas, formando uma rede prosenquimatosas não reativa ao Melzer (BENTIVENGA; HETRICK, 1991). Além disso, suas hifas são caracteristicamente pigmentadas, de hialina a levemente amarelo (BENTIVENGA; HETRICK, 1991). C. corymbiforme por sua vez possui seu peridiosporo composto por hifas septadas que se ramificam em padrão dicotômico, três ou quatro vezes em diferentes ângulos, afilando a cada sucessiva ramificação, variando, em início, de aproximadamente 7 μm em diâmetro para 3 μm, conforme observado pro Blaskowski (2012). Todas as espécies que apresentam peridiosporo mantém essa estrutura permanente, à exceção de C. corymbiforme, na qual o peridiosporo encontra-se frequemente ausente em glomerosporos maduros (Błaszkowski , 2012).

95

Quadro 4. Variação das características do peridiosporo nas espécies de FMA.

(x) (x)

Cor

Forma

Reação

Espécie

de de septo

Presença

Extensão

Diâmetro

Aderência em em Melzer C. hialino a Ramificada 33 μm 2,4μm Não Sim Fraca corymbiforme levemente dicotomicamenete amarelado G. hialino a Reta 25 μm 1,9 μm Sim Não Moderada convolutum levemente amarelado Glomus sp. Hialino Reta 110 μm 4 μm Sim Não Forte nov. G. mortonii hialina a Sinuosas a 38,2 μm 2,5 μm Não Não Fraca levemente contorcidas amarelo amarronzado

96

Figura 27. Variação no peridiosporo (Pe). A - B: G. convolutum. A: Peridiosporo. PVLG; barra de escala = 40 μm. B: Reação ao Melzer no peridiosporo; Melzer; barra de escala = 40 μm; C - D: Glomus sp. nov.. C: Peridiosporo. PVLG; barra de escala = 100 μm. D: Reação ao Melzer no peridiosporo; Melzer; barra de escala = 15 μm;; E: C. corymbiforme. Peridiosporo; PVLG; barra de escala = 30 μm; F: G. mortonii. Peridiosporo; PVLG; barra de escala = 25 μm.

► Gleba

De acordo com Kirk et al. (2008), a gleba ou massa glebal, consiste no tecido esporulante em esporocarpo angiocárpico, isto é, consiste na porção fértil do 97 esporocarpo. No contexto dos FMA, também referida na literatura como ―matriz‖, a gleba consiste em uma rede de hifas entrelaçadas, contínua ou não em relação com hifas que compõem o perídio, quando presente, no qual se encontram distribuídos os glomerosporos, estando esses dispersos randomicamente (não organizados) (ex: G. convolutum, G.macrocarpum, G. microcarpum, S. amazonicum, ou em disposição orientada (organizados) (ex: G. coremioides, G. pachycaule e G. taiwanensis) (GERDEMANN; TRAPPE, 197; TULASNE; TULASNE, 1944; JOBIM et al., 2019). Os glomerocarpos podem apresentar gleba coberta parcialmente pelo perídio ou este estando ausente (gimnocárpica) ou ainda se apresentar discreta, internamente ao corpo de frutificação circundada completamente pelo perídio (angiocárpica) (Figura 28, Quadro 5) demandando a realização de uma secção para avaliação do conteúdo interno. Nos casos em que a gleba é gminocárpica, o perídio pode se encontrar pouco desenvolvido, com parte dos glomerosporos envolvidos pelo perídio e muitos glomerosporos proeminente expostos, ou a maior parte dos glomerosporos protegidas e poucos glomerosporos na superfície expostos. Além disso, a gleba difere na produção dos glomerosporos, com a maioria das espécies apresentando glomerosporos monomórficos ou produzindo glomerosporos dimórficos (exclusivamente, G. ambisporum e G. heterosporum) (SMITH; SCHENK, 1985).

Quadro 5. Nível de cobertura por perídio exibida pela gleba das espécies de FMA que formam glomerocarpos: cobertura total (gleba angiocárpica), cobertura parcial e sem cobertura (gleba gimnocárpica). Gleba gimnocárpica Gleba angiocárpica Cobertura parcial Sem cobertura D. tenera D. sporocarpia A. sporocarpia D. versiformis G. macrocarpum A. myriocarpa F. coronatum G. microcarpum C. corymbiforme F. mosseae G. pallidum D. epigaea G. australe R. fulva D. aurea G. canum S. amazonicum D. bernensis G. convolutum D. compressa G. cuneatum F. monosporus G. fuegianum G. ambisporum G. microcarum G. arborense G. radiatum G. atrouva G. segmentatum G. badium 98

G. sinuosum G. cerebriforme G. vesiculiferum G. clavisporum G. warcupii G. coremioides R. canadensis G. glomerulatum R. fulva G. herrerae R. megalocarpa G. heterosporum S. amazonicum G. mortonii G. nanolumen G. pachycaule G. pellucidum G. rubiforme G. spinosum G. taiwanensis G. trufemii

Uma vez que a amostragem desses organismos, mediante metodologias que favoreçam o recolhimento das estruturas macroscópicas em campo, ainda é incipiente, dados sobre a natureza da variação da gleba, entre espécies e intraespecífica ainda são escassos. Contudo, padrões em tamanho, cor e disposição dos glomerosporos na rede de hifas podem ser detectados e futuramente auxiliarem na elaboração de chaves, considerando, inclusive, variações de acordo entre os ecossistemas amostrados.

99

Figura 28. Variação na estrutura gleba. A: G. radiatum. Gleba angiocárpica; barra de escala = 3 mm; B: Redeckera sp. nov. Gleba gimnocárpica, com alguns glomerosporos expostos na superfície; barra de escala = 0,5 mm; C: G. convoltum. Gleba gimnocárpica, com alguns glomerosporos expostos na superfície; barra de escala = 0,5 mm; D: D. epigaea. Gleba gimnocárpica. barra de escala = 0,2 mm.

► Hifa intraesporocárpica e hifa do plexo central

Poucas descrições das espécies esporocárpicas incorporam dados sobre a hifa intraesporocárpica e hifa do plexo central, um reflexo da própria falta de uma terminologia padronizada que delimite os caracteres taxonômicos próprios das espécies esporocárpicas, reconhecendo sua variação em atributos (Figura 29). Em contrapartida, características dessa estrutura podem ser relevantes para a taxonomia e estudos ontogenéticos. Espécies pertentences aos gêneros Dominikia, Kamienskia, Microdominikia, Microkamienskia, Nanoglomus e Rhizoglomus, por exemplo, têm desenvolvimento de seus clusters reportado a partir de hifas esporógenas ramificadas a partir de uma hifa parental contínua com a micorriza extraradical (SIEVERDING et al., 2014; BLASKOWSKI et al., 2015; CORAZON-GUIVIN et al., 2019a, b). Quanto à reatividade ao Melzer, apenas Do. aurea e Do. bernensis possuem presença da reação 100 registrada, caráter que auxilia na distinção dessas espécies com espécie de padrão em cor e composição de parede similar (ex: Do. compressa) (OEHL et al., 2003; 2014). R. venetianum possui reação rosada na hifa intraesporocárpica e D. epigaea exibe reação cianófila quando expostas ao Azul de Tripano (DANIEL; TRAPPE, 1979; TURRINI et al., 2018). A presença de septo é documentada para as espécies C. corymbiforme, G. glomerulatum, G. spinosum, R. custos, R. irregulare e R. venetianum (SIEVERDING, 1977; BLASZKOWKI, 1985; TAO-HU, 2002; BALGO; DALPÉ, 2009; TURRINI et al., 2018). R. vesiculiferum constitui um caso particular, onde além dos glomerosporos, pode ser identificada a formação de vesículas de parede fina na hifa intraesporocárpica, de função ainda não conhecida (GERDEMANN; TRAPPE, 1974). A hifa do plexo central pode variar em termos de arranjo, composição da hifa que origina os glomerosporos (comprimento, diâmetro e espessura da parede da hifa, presença/ ausência de septos), presença de exsudatos e reação em reagentes/ corantes como Melzer e Azul de Tripano, dados que podem futuramente auxiliar na separação de espécies em chaves. O clado Sclerocystis sensu Gerdemann e Trappe (1974) e Wu (1993) (G. clavisporum, G. rubiforme, G. taiwanenis, G. coremioides, G. sinuosum), junto a G. fuegianum e G. pachycaule, por exemplo, compõem um grupo de espécies elipsoides, cilíndricas ou clavadas que possuem um arranjo orientado a partir da hifa do plexo central peculiar no contexto das espécies esporocárpicas (Figura 29) (GEDERMAN; BAKSHI, 1976; TRAPPE, 1977; WU; CHEN, 1987; KHADE, 2008). Seus glomerosporos se apresentam distribuídos radialmente e/ ou paralelamento a partir da hifa do plexo central, composta de uma ampla rede de hifas entrelaçadas – a exceção de G. rubiforme, cujas hifas não são entrelaçadas - de parede grossa (WU, 1993). Outras espécies possuem organização orientada por plexo central, porém sem disposição organizada ao redor do eixo (Quadro 6).

Quadro 6. Espécies esporocárpicas sensu lato de FMA com plexo central documentado na descrição original, número de plexos e arranjo. Espécie Número de centros formadores Arranjo

G. ambisporum 1 randômico

G. australe 1 randômico

G. clavisporum > 1 radial e paralelo 101

G. coremioides > 1 radial e paralelo

G. fuegianum 1 radial

G. herrerae 1 randômico

G. heterosporum 1 randômico

G. pachycaule 1 radial

G. radiatum 1 radial

G. rubiforme 1 radial

G. sinuosum > 1 radial e paralelo

G. taiwanensis > 1 radial e paralelo

Goto (2009) identificou que o plexo central pode exsudar substâncias que eventualmente auxiliam na identificação de espécies. G. convolutum apresenta uma substância amarelada liberada pelo lúmem de esporos quebrados (GERDEMANN; TRAPPE 1974; MORTON; 1988) e a parede do plexo de G. spinosum apresenta uma substância verde, com conteúdo citoplasmático amarelado (HU, 2002). Oehl et al., (2003) descreveram uma massa gelatinosa que reage fortemente em Melzer, entre os esporos de D. aurea e G. pallidum, atingindo coloração púrpura. Já o plexus de S. coremioides e S. sinuosa reagem azul em Melzer e Azul de Tripano, respectivamente (ALMEIDA; SCHENCK, 1990).

102

Figura 29: Hifa intraesporocárpica (hi). D. bernensis. PVLG; barra de escala = 20 μm; B: D. aurea. Reação ao Melzer na hifa intraesporocárpica. Melzer; barra de escala = 20 μm; C - D: Plexo central (pc). C: G. heterosporum. Plexo central; PVLG; barra de escala = 15 μm; D: G. taiwanense. Plexo central; PVLG; barra de escala = 50 μm.

► Cor, tamanho e forma

A cor dos esporocarpos é variável e depende do estágio de desenvolvimento e hábito, além de sofrer influência da interação e adesão com partículas orgânicas disponíveis no solo (Goto, 2009); logo, constitui um caráter secundário. Verifica-se, contudo, que os clusters e glomerocarpos produzidos variam de hialino a amarelo pálido, amarelo, amarelo amarronzado, marrom claro a fortemente escuros e negros. Contudo, torna–se difícil avaliar a força da influência do estádio de desenvolvimento junto às condições bióticas e abióticas dos referidos ecossistemas na determinação da cor, pois apenas a amostragem extensiva em variados ecossistemas somada a esforços de implementação de culturas puras podem vir a sanar essa lacuna no conhecimento taxonômico. Redeckera fulva, por exemplo, tem sido coletada em áreas de Mata Atlântica e Brejos de altitude, apresentando tamanhos similares e disposição dos 103 glomerosporos em seu arranjo similares, porém exibindo diferentes padrões em cor (JOBIM, observação pessoal). Caso semelhante foi reportado para S. coremioides (REDECKER et al., 2000). Já o tamanho e a forma carecem de dados oriundos de coleções cultivadas para que se permita a compreensão sobre suas estabilidades enquanto caracteres (Morton, 1988) e aparentemente, ambos são reconhecidos como de menor relevância taxonômica. Contudo, resultados positivos para obtenção de espécies que formam esporocarpos strictu sensu em coleções cultivadas ainda são incipientes. Registros de sucesso na obtenção desse tipo de material foram obtidos para as espécies A. myriocarpa, Dominikia bernensis, G. atrouva, G. heterosporum, G. pellucidum, G. tenebrosum e R. aggregatum a partir do estabelecimento de culturas estabelecidas com esporos obtidos de amostras de campo com representantes das famílias Asteraceae, Poaceae, Plantaginaceae e Fabaceae (Dominikia bernensis), Faboideae (A. myriocarpa), Poaceae (R. aggregatum) e culturas produzidas com esporos extraídos do trato gastrointestinal de Rhatus sp., ainda existindo uma grande lacuna no conhecimento sobre os protocolos adequados para o cultivo dessas espécies (SCHENK;SMITH, 1982; 1985; MCGEE; TRAPPE, 2002; OEHL et al., 2015). Variações sobre tamanho do glomerocarpo e fascículo registrados encontram-se expressos no quadro 7. Os dados de espécies descritas até o momento indicam que as espécies que formam glomerocarpos podem variar quanto à conformação de estruturas irregulares, globosas, subglobosas a casos particulares em conformações corimbiforme, convoluta, pulvinata e poligonal, com algumas espécies variando mesmo de forma intraespecífica (Figura 30, Quadro 8). O padrão mais detectado tem sido a natureza irregular a globosa e subglobosa dos glomerocarpos, com algumas formas específicas que atribuem epíteto específico a algumas espécies, como é o caso de C. corymbiforme, G. cuneatum, G. convolutum e G. segmentatum. (GERDEMANN; TRAPPE, 1974; BLASZWKOSKI, 1985; MCGEE, 2002; TRAPPE, 1979). C. corymbiforme, por exemplo, desenvolve glomerocarpos em forma de corimbo, isto é, os glomerosporos são originados a partir de esporóforos ramificados (BLASZWKOSKI, 1985) (Figura X). Glomerocarpos de G. convolutum apresentam forma muito lobada, convoluta, frequentemente dobradiça (GERDEMANN; TRAPPE, 1974). Já G. cuneatum e G. segmentatum constituem glomerocarpos compostos de segmentos com aspecto cuneado e poligonal, respectivamente (MCGEE, 2002; TRAPPE, 1979). Os segmentos de G. cuneatum são anexados lateralmente e aderidos 104 ao solo por um estipe com cerca de 3 mm de espessura, conferindo a aparência de um basidiocarpo (MCGEE, 2002). Já G. segmentatum apresenta um conjunto de 8 a 16 segmentos poligonais dispostos paralelamente, separados por cavidades, cada unidade contendo medidas próprias para altura, ápice e base (TRAPPE, 1979). Não há designação de formas para clusters, uma vez que os agregados assumem uma composição irregular do ponto de vista da conformação, porém é possível identificar, nesse quesito, a formação de clusters soltos (unidades frouxas a moderadamente agregaddas) a clusters compactos (estruturas agregadas em consistência mais firme). (Quadro 9). Todavia, embora o tamanho, forma e coloração não constituem caracteres estáveis para delimitação das espécies, podem ser úteis para delimitar grupos de espécies em uma chave, como é o caso da chave proposta por Torres-Arias et al. (2017), que inclui Glomus ambisporum, Glomus heterosporum, Glomus fuegianum, Glomus herrerae e Glomus trufemii, espécies que formam dimensões de glomerocarpos similares, grandes, e padrão em cor negro. A continuidade desses estudos, expandindo o número de espécies e ajustando as metodologias para cultivo, será fundamental para o fomento de dados sobre a natureza desses caracteres.

Quadro 7. Variação do tamanho nas espécies de FMA que formam cluster e glomerocarpos.

Tamanho: cluster

Grande ( ≥ 1 mm) Médio ( > 0,1 e < 1 mm) Pequeno ( ≤ 0,1 mm) Do. achra Do. compressa Do. indica R. maiae K. bistrata Do. lithuanica R. arabicum Do. iranuca S. africanum M. divaricata S. jasnowska M. perpusilla M. peruviana N. plukenetiae

Tamanho: glomerocarpo

Grande ( ≥ 3 mm) Médio ( > 1 e < 3) Pequeno ( ≤ 1 mm) 105

A. sporocarpia A. myriocarpa C. corymbiforme A. myriocarpa F. mosseae D. sporocarpia D. epigaea G. ambisporum Do. bernensis D. tenera G. canum Do. compressa F. monosporus R. avelingiae F. coronatum G. arborense R aggregatum G. badium G. atrouva R. venetianum G. clavisporum G. australe G. coremioides G. cerebriforme G. glomerulatum G. convolutum G. heterosporum G. cuneatum G. mortonii G. herrerae G. nanolumen G. macrocarpum G. pahycaule G. melanosporum G. rubiforme G. microcarpum G. sinuosum G. pallidum G. spinosum G. pansihalos G. taiwanensis G. radiatum R. antarticum G. segmentatum G. trufemii G. vesiculiferum G. warcupii R. fulva R. megalocarpa R. pulvinata R. fasciculatum

Quadro 8. Variação da forma nas espécies de FMA que formam glomerocarpos. Espécie Forma A. sporocarpia Irregular A. myriocarpa Irregular C. corymbiforme Corimbiforme, globosa ou subglobosa D. epigaea Irregular F. coronatum Irregular F. monosporus Ovoide F. mosseae Esférica G. ambisporum Subglobosa a altamente variável em forma G. australe Reniforme G. badium Globosa a subglobosa 106

G. cerebriforme Lobada G. clavisporum Globosa a subglobosa G. convolutum Lobada e convoluta G. coremioides Subglobosa ou pulvinada G. cuneatum Cuneada G. glomerulatum Globosa, subglobosa, retangular ou irregular G. heterosporum Globosa a subglobosa G. macrocarpum Globosa, subglobosa, alongada ou irregular G. melanosporum Ovoide G. microcarpum Irregularmente elipsoide G. mortonii Subglobosa a irregular G. nanolumen Subglobosa a irregular G. pachycaule Globosa a subglobosa G. pallidum Lobada ou irregular G. pansihalos Elipsoide G. radiatum Achatada e lobada G. rubiforme Globosa a subglobosa G. segmentatum Pulvinada G. sinuosum Globosa, subglobosa a pulvinada G. spinosum Irregular G. taiwanensis Subglobosa a elipsoide R. avelingiae Eliptica a convoluta R. fulva Globosa, subglobosa, achatada e irregular R. megalocarpa Irregularmente lobada R. pulvinata Irregular R. aggregatum Globosa a subglobosa R. fasciculatum Globosa, achatada, tuberculada a irregular

107

Figura 30. Variação na forma dos glomerocarpos. A – C: R. fulva. A: Glomerocarpo obovoide; barra de escala = 1 mm; B - C: Glomerocarpo pulvinado; barra de escala = 2 mm e 3 mm, respectivamente; D: G. segmentatum. Glomerocarpo poligonal; barra de escala = 0,5 mm; E: G. convolutum. Glomerocarpo convoluto; barra de escala = 1 mm; F: Glomus sp. nov.; Glomerocarpo convoluto; barra de escala = 1 mm.

Quadro 9. Conformação nas espécies de FMA que formam cluster. Conformação em clusters Clusters soltos Clusters compactos C. corymbiforme D. achra D. achra D. bernensis 108

D. bernensis D. disticha D. disticha D. duoreactiva D. duoreactiva D. iranica D. epigaea K. bistrata D. lithuanica M. litorea F. halonatum Mi. divaricata G. botryodes Mi. perpusilla G. herrerae O. emiratium G. tetrastratosum R. dalpea G. trufemii R. maiae K. bistrata R. venetianum M. litorea R. silesianum Mi. divaricata Mi. perpusilla N. plukenetiae O. emiratium R. aggregatum R. arabicum R. clarum R. custos R. dalpea R. fasciculatum R. intraradices R. invermaium R. irregulare R. maiae R. manihotis R. microaggregatum R. natalense R. proliferus R. silesianum R. variabile R. venetianum

109

► Conteúdo citoplasmático

Goto (2009) observou que a coloração do conteúdo citoplasmático pode ser útil para a distinção de espécies, indicando o caso analisado por Redecker et al. (2007), no qual a cor do conteúdo de R. fulvum, amarelo e denso, ajudou a distingui–lo de R. pulvinatum e R. megalocarpum, hialino. Considerando que os processos de secagem das amostras podem interferir na coloração dos organismos, uma análise do material fresco fortalece a precisão da identificação da coloração do material citoplasmático (GOTO, 2009). O conteúdo citoplasmático também pode diferir na aparência (Figura 31) (Quadro 10), sendo globular (ex: G. arborense e R. intraradices) ou granular (ex: A. myriocarpa, R. clarum e R. manihotis), em cor, variando de hialino (A. myriocarpa e G. arborense), amarelo a marrom (R. fulva, R. intraradices, R. manihotis e Glomus sp. nov.) a vermelho (Redeckera sp. nov.) e em densidade e distribuição, de densa e centralizada (R. fulva, R. pulvinata e R. megalocarpa) a rala e descentralizada (A. myriocarpa) (BERCKELEY; BROOME, 1873; SCHENCK; SMITH, 1982; MCGEE, 1986; HENNINGS, 1897; SCHENCK, 1989; SCHENCK et al., 1984; REDECKER et al., 2007).

Quadro 10. Atributos do conteúdo citoplasmático em espécies esporocárpicas de FMA. Espécie Aparência Cor Densidade Posição A. myriocarpa Granular Amarelo Rala Descentralizada G. arborense Globular Hialino Rala Descentralizada G. glomerulatum Globular Hialino Rala Descentralizada Glomus sp. nov Amarelo Densa Descentralizada R. clarum Globular Amarelo Densa Centralizada R. fulva Granular Amarelo Densa Centralizada amarronzado R. custos Globular Amarelo Rala Descentralizada R. dalpee Globular Hialino Rala Descentralizada R. intraradices Globular Amarelo Rala Descentralizada R. maiae Globular Amarelo pastel Globular Descentralizada R. manihotis Globular Amarelo Densa Centralizada R. silesianum Globular Amarelo a Rala Descentralizada amarelo acinzentado 110

R. megalocarpa Granular Hialino Densa Centralizada R. pulvinata Granular Hialino Densa Centralizada Redeckera sp. nov Granular Vermelho Densa Descentralizada

Figura 31: Variação no conteúdo citoplasmático. A: A. myriocarpa. Conteúdo amarelo, granuloso, denso e descentralizado. PVLG; barra de escala = 20 μm; B: R. pulvinata. Conteúdo hialino, granular, denso e centralizado; PVLG; barra de escala = 20 μm; C: Glomus sp. nov.. Conteúdo amarelo, granular, denso e descentralizado; PVLG; barra de escala = 20 μm; D: R. megalocarpa. Conteúdo hialino, granular, denso e centralizado; PVLG; barra de escala = 20 μm; E: G. glomerulatum. Conteúdo hialino, globular, ralo e descentralizado; PVLG; barra de escala = 20 μm; F: Redeckera sp. nov. Conteúdo vermelho, granular, denso e descentralizado; PVLG; barra de escala = 40 μm. 111

► Exudato

No filo Basidiomycota, exsudatos têm sido frequentemente observados em diferentes partes do basidiocarpo (MALLET; COLOTELO, 1984) . No filo Glomeromycota, esse atributo foi descrito apenas para as espécies G. cuneatum e G. melanosporum. Um fluído amarelo foi reportado em G. cuneatum, em amostra coletada na Tasmânia, Austrália, ao realizar-se uma secção do glomerocarpo ou em amostras de espécimes digeridos parcialmente por insetos, registro que sugere uma possível relação de interação entre essa propriedade e a dispersão passiva dos glomerosporos (MCGEE; TRAPPE, 2002). Já uma substância abundante e cremosa, similar a látex foi reportada para G. melanosporum em amostras frescas oriundas de Oregon, EUA (GERDEMANN; TRAPPE, 1974). Tais achados chamam atenção para uma padronização da avaliação de amostras frescas, tomando-se nota dessa característica mediante secção no glomerocarpo e reportando a existência dos atributos associados, como cor, consistência e odor, preferencialmente in situ, pois constitui um potencial carácter taxonômico próprio para espécies que formam glomerocarpos e que poderá fornecer importantes insights sobre padrões de dispersão.

► Rizomorfa

Poucas espécies de FMA que formam glomerocarpo possuem registros de hifas associadas à base da estrutura, formando uma interface com o solo, supostamente funcionando como raízes para adesão, a saber: D. sporocarpia, G. australe, G canum, G. cerebriforme, G. radiatum e R. fulva (BERCKELEY; BROOME, 1873; MCGEE, 1986; MCGEE; TRAPPE, 2002; THAXTER, 1922). Em todos esses casos, foi descrita originalmente a presença de um conjunto de hifas estéreis concentradas na região basal do glomerocarpo, conectando-o ao solo, a exceção de G. radiatum e R. fulva, cuja observação da presença dessa estrutura foi identificada durante a revisão proposta pela presente tese (Figura 32). Na descrição original de D. lithuanica é informada a presença de numerosas hifas estéreis, porém não há esclarecimentos se essas hifas concentram-se na região basal e conectam a espécie ao solo. G. cuneatum possui descrição de estrutura mais complexa que confere adesão da espécie ao solo: a formação de uma estrutura descrita como a conformação de um 112 estipe, de cerca de 3 mm, que lhe confere aparência similar a representantes do filo Basidiomycota (MCGEE; TRAPPE, 2002). É importante, contudo, ressaltar que a analogia a rizomorfa apresentada nesta seção, tal como ocorre em outros grupos é meramente especulativa, sendo possível apenas indicar a presença de hifas concentradas na região basal que se encontram em superfície de contato com substrato.

Figura 32. Rizomorfa (Riz.). A: G. radiatum; barra de escala = 1mm; B: R. fulva; barra de escala = 1mm.

4.1.2. DESCRIÇÕES DOS ACESSOS ORIUNDOS DAS COLEÇÕES INSTITUCIONAIS

4.1.2.1. Considerações gerais sobre o material utilizado

Para apresentação desta seção, as descrições foram organizadas em três etapas, segundo status da revisão: 1) análises compatíveis com descrições originais e 2) emendas. Foram excluídos para esta seção os acessos OSC #152457, referente a depósito de R. fragile e OSC #48919, OSC #49158, OSC #49900 e OSC #131953, referentes a depósito de G. convoltum, por se concluir que não tratam de espécies não pertencentes ao filo Glomeromycota após realização da revisão.

4.1.2. Análises compatíveis com descrições originais

113

Espécie

Corymbiglomus corymbiforme Blaszk. & Chwat, ≡ Glomus corymbiforme Blaszk.

Recapitulação histórica

Material tipo coletado em dunas adjacentes a Świnoujście, no noroeste da Polônia, sob amostra de solo da rizosfera de Amophila arenaria Link. (BŁASZKOWSKI , 1995). A espécie foi encontrada em 20 amostras de 600 solos coletados em 157 localidades da Polônia, com densidade média de glomerosporos equivalente a 150,1/ g de solo seco. G. corymbiforme também foi encontrado associado com raízes de plantas colonizando dunas marítimas: Ammophila arenaria Link, Hieracium umbelatum L. e Petasites spurius (Retz.) Rchb., com valores médio de taxas de colonização equivalentes a 27%, 42,3% e 8,1-49%, respectivamente. Em culturas armadilhas, a espécie formou micorriza arbuscular com Sargassum vulgare C.Agardh. Lâminas depositadas no herbário do Departament of Plant Pathology, Academy of Agriculture, Sczecin, Polônia (DPP 2022 – Holótipo) e Oregon Herbarium, Corvallis, EUA (OSC 53909 – Isotipo).

Status da revisão: análise compatível com descrição fornecida por Błaszkowski (1995).

Acesso(s) consultado(s)

Acesso: DPP 2022 (Holótipo) e OSC #: 53909 (Isótipo). Fornecedor: Departament of Plant Pathology, Academy of Agriculture, Sczecin, Polônia; Oregon Herbarium, Corvallis, Oregon, EUA. Dados gerais: Espécie coletada em 08/02/1995 por Janusz Błaszkowski em dunas marítimas adjacentes a Świnoujście, Polônia, em amostras de solo rizosférico pertencente às espécies vegetais A. arenaria, H. umbelatum e P. spurius. Estruturas micorrízicas: Forma micorriza arbuscular em culturas inoculadas com Sorghum vulgare Pers. (Błaszkowski , 1995). 114

Posição filogenética: C. corymbiforme forma um clado independente e irmão de cinco representantes do gênero Diversispora, (D. aurantia, D. celata, D. eburnea, D. epigaea e D. spurca) e as espécies D. insculpta e D. trimurales, suportado por 93 – 99% em valores de boostrap (BŁASZKOWSKI , 2012).

Descrição

Glomerosporos organizados em cluster corimbiforme, contendo cerca de oito glomerosporos, conectados por hifa esporógena (Figura 33 - A). Os glomerosporos variam em tons de amarelo intenso (A80M20C30) a alaranjado (A80M40C30) globosos (83,33-) 105 x 107,13 (66,37) μm, subglobosos (93,6-) 135,12 x 125,17 (-85,77) μm a elipsoides (83,33-) 120,26 – 84,94 (-59,85) μm embebidos em um peridiosporo prosenquimatoso, com hifas de (1,23-) 2,42 (-4,31) μm em diâmetro, hialino a levemente amarelado (A40M00C10) (Figura 33 - A). Hifa esporógena hialina a levemente amarelada (A40M00C10), 16,28 em largura, reta, suspendendo glomerosporos em proporção similar de distribuição no arranjo. Parede do glomerosporo composta por três camadas: a primeira camada é unitária, fina (0.76-) 0,82 (-0,91) μm, hialina a amarela

(A99M10C20); segunda camada é laminada, amarelo pardo (A60M40C30) a alaranjado

(A80M40C30), (5,48-)7,02(-9,17) μm; e terceira camada membranosa, hialina, (0,79) 0,86 (0,94) μm, fortemente aderente a camada 2 (Figura 33 – B, C e D). Hifa em forma de funil, amarelo claro (A60M10C20) a alaranjado (A80M40C30), reta ou recurvada, (15,32-) 22,59 (-30,74) μm em diâmetro x 16 μm em comprimento (Figura X – D). Parede da hifa espessa, 7,05 μm, parede externa fina, 1,01 μm e parede interna espessa, 6,84 μm, ambas contínuas com primeira e segunda camada. A hifa apresenta um septo fino, 1,39 μm em largura x 4,78 μm em comprimento, formado por lâmina mais interna da segunda camada (Figura 33 - D). Lúmen da hifa mais espesso na base do glomerosporo, 7,91 μm em diâmetro, estreitando-se à medida que se distancia da base, atingindo 3,37 μm. Parede do glomerosporos, hifa e peridiosporo não reagem em Melzer.

115

Figura 33: C. corymbiforme. A – Glomerosporos de C. corymbiforme e hifa esporógena (he), PVLG; barra de escala = 20 μm; B –Primeira e segunda camada (c1 e c2), PVLG; barra de escala = 10 μm; C – Primeira e segunda camada (c1 e c2), PVLG; barra de escala = 10 μm; D – Hifa de sustentação (hs), septo (s) e terceira camada (c3); PVLG; barra de escala = 10 μm.

Comentários

Outras espécies no contexto das espécies esporocárpicas sensu lato registradas que formam peridiosporo são G. convolutum, G. mortonii e G. sinuosum (GERDEMANN; TRAPPE, 1974; GEDERMANN; BAKSHI, 1976; MORTON & BENNY, 1990). Todas elas, contudo, desenvolvem glomerocarpo, ao passo que C. corymbiforme desenvolve- se em clusters, em uma organização peculiarmente corimbiforme, ordenada por hifa esporógena. Além disso, C. corymbiforme possui seu peridiosporo distintivamente ramificando-se em padrão dicotômico, três ou quatro vezes em diferentes ângulos, que se afilam a cada sucessiva ramificação, conforme observado pro Blaskowski (2012). S. sinuosa apresenta hifas sinuosas, atingindo 25 μm em amplitude, englobando firmemente grupos de glomerosporos, que se desenvolvem a partir de hifas esporógenas. G. mortonii, por usa vez, apresenta hifas sinuosas 116 facilmente destacáveis dos glomerosporos, de amplitude menor (15 μm). G. convolutum, por sua vez, apresenta um peridiosporo densamente aderido, atingindo em média 50 μm, composto por hifas prosenquimatosas que reagem ao Melzer (JOBIM, observação pessoal). G. mortonii e C. corymbiforme apresentam três camadas na composição na parede. Todavia, G. mortonii possui primeira camada evanescente, hialina, reagindo fracamente ao Melzer; segunda camada laminada, hialina, embebida em uma matriz gelatinosa e apenas a terceira camada, laminada, é pigmentada, em tom de amarelo a amarelo amarronzado. C. corymbiforme, por sua vez, possui primeira camada permanente, hialina a amarelo escuro, fortemente aderida a segunda camada, laminada, variando de amarelo a laranja, e terceira camada semi-flexível, usualmente aderida a segunda camada.

Espécie

Dominikia achra (Błaszk., D. Redecker, Koegel, Schützek, Oehl & Kovács) Błaszk., Chwat & Kovács ≡ Glomus achrum Blaszk., D. Redecker, Koegel, Schützek, Oehl & Kovács

Recapitulação histórica

Espécie descrita originalmente por Blaszkowki et al (2009) no gênero Glomus, (= G. achrum). A espécie foi encontrada a partir de amostra coletada em solos de dunas marítimas, situadas no norte da Polônia, colonizados pela espécie vegetal Ammophila arenaria (L.) Link., e a partir de amostras oriundas de vasos de cultivo inoculados com a espécie P. lanceolata. Posteriormente, com base em evidências moleculares da região SSU-ITS-LSU, a espécie foi acomodada no gênero Dominikia, junto as espécies D. disticha, D. minuta e D. iranica, com valores de probabilidade bootstrap de 100% e 86% para análises Bayesiana e Máxima Verossimilhança, respectivamente (BŁASZKOWSKI et al., 2015). Epíteto específico, do Latin, faz referência aos glomerosporos hialinos formados pelo fungo. Amostras depositadas nas coleções DPP, Departamento of Plant Pathology, Sczcecin, Polônia, holótipo e isótipo e OSC, University of Oregon, Oregon, EUA, isótipo.

117

Status da revisão: análise compatível com descrição fornecida por Błaszkowski et al. (2009).

Acesso(s) consultado(s):

Acesso: DPP 2885 (holótipo), DPP 2814 – 2884 e 2886 – 2894 (isótipos). Fornecedor: Departamento of Plant Pathology, Sczcecin, Polônia. Dados gerais: acessos obtidos a partir de amostras obtidas a partir da rizosfera de A. arenaria colonizando dunas marítimas e de vasos de cultivos inoculados com P. lanceolata, segundo metodologia descrita por Błaszkowski et al (2006). Estruturas micorrízicas: forma micorriza arbuscular com A. arenaria, em ambiente de campo e com P. lanceolata em vasos cultivados (BŁASZKOWSKI , 2012). Posição filogenética: espécie situada no clado Glomus A sensu Schwarzott et al (2001), sem nenhuma espécies do filo descrita filogeneticamente próxima, porém agrupando-se junto a sequências ambientais de amostras das espécies vegetais Botrychium virginianum e Prunus africana (WUBET et al., 2003; KOVÁCS et al., 2007; BLASKOWSKI et al., 2009).

Descrição

Glomerosporos formados em pequenos a compactos agregados ou ocasionalmente no interior de raízes (Figura 34: A - B) (BŁASZKOWSKI et al., 2009). Agregados 0,18 x 0,35 mm. Glomerosporos hialinos, globosos (30,4-) 36 x 37 (-43,5) µm (Figura X: A). Compostos por três camadas (Figura 34: C - D). A primeira é evanescente, mucilaginosa, eventualmente com aparência enrugada devido à descamação, < 1 µm, seguida por camada persistente, hialina, laminada, , 1,8 - 2 µm e terceira camada flexível, 0,9 – 1,1 µm. Hifa reta, recurvada a suavemente afunilada, 18,6 – 43,8 µm em comprimento e 3,5 em diâmetro. Parede da hifa contínua as três camadas, < 1 µm em espessura. Canal 1,2 em largura, septo não observado. Reação em

Melzer na primeira e terceira camada, atingindo tom de avermelhado (A70M99C40) a púrpura (A20M50C50).

118

Figura 34: D. achra. A – Cluster; PVLG; barra de escala = 50 μm. B – Glomerosporos jovens em amostra de raízes; Melzer; barra de escala = 10 μm. C – Primeira, segunda e terceira camada do glomerosporos (c1, c2 e c3) e hifa de sustentação; PVLG; barra de escala = 20 μm. D – Primeira, segunda e terceira camada do glomerosporos (c1, c2 e c3): apenas c1 e c3 reagem ao Melzer; Melzer; barra de escala = 20μm.

Comentários

As dimensões observadas na presenta análise apresentaram-se mais próximas dods limites mínimos reportados na descrição original (BŁASZKOWSKI et al, 2009), porém, ainda assim, dentro da faixa de variação esperada para espécie e , portanto, compatível com a mesma. Além disso, todas as características encontram-se de acordo com as mencionadas por Błaszkowski et al. (2009). Espécies que podem ser confundidas, principalmente sob análise em estereomicroscópio, por produzerem glomerosporos de dimensões reduzidas e hialinos são D. difficilvidera, D. disticha, D. indica, D. minuta e M. litorea (BLASZKOWKI et al., 2010, 2015, 2018). Glomerosporos de D. indica, D. minuta e M. litorea apresentam duas camadas na parede, com D. indica apresentando apenas a primeira camada reativa ao Melzer e D. minuta e M. litorea apresentam primeira camada persistente, semiflexível a flexível e 119 unitária, respectivamente. D. difficilvidera possui segunda camada contendo dimensões máximas menores, > 1,6 µm, do que as dimensões originais reportadas para D. achra por Błaszkowski et al. (2009), 3,9 µm, não mucilaginosa, além de não apresentar reação ao Melzer. Já D. disticha também apresenta segunda camada menor e reação ao Melzer apenas na primeira camada.

Espécie

Dominikia aurea (Oehl & Sieverd.) Błaszk., Chwat, G.A. Silva & Oehl

≡ Glomus aureum Oehl & Sieverd.

Recapitulação histórica

Espécie descrita originalmente por Oehl et al. (2003) no gênero Glomus. As coletas foram realizadas em diferentes áreas da Alemanha, França e Suíça em março de 2000 e posteriormente encaminhadas para implementação de culturas armadilhas com Lolium perene L., Trifolium pratense L. e Plantago lanceolata L. Posteriormente, com base em evidências moleculares da região SSU-ITS-LSU do nrDNA, foi transferida para o gênero Dominikia (Oehl et al., 2014). Epíteto específico, do Latin, aureum, faz referência ao aspecto dourado dos glomerosporos quando maduros. Material depositado no United Herbaria (Z + ZT), Zürich, Suíça, holótipo, Freiburg Herbarium, Freiburg, Alemanha e Oregon Herbário, Oregon, EUA, isótipos.

Status da revisão: Análise compatível com descrição fornecida por Oehl et al. (2003).

Acesso(s) consultado(s)

Acesso: Z + ZT 8-171. Fornecedor: United Herbaria (Z + ZT), Zürich, Suíça. Dados gerais: Acesso coletado em março de 2000 em diferentes áreas na Alemanha, França e Suíça. 120

Estruturas micorrízicas: Forma micorriza com P. lanceolata, Fragaria ananassa, Allium porrum, Glycine max e Triticum aestivum como plantas hospedeiras (Oehl et al., 2003). Posição filogenética: Membro do grupo Glomus A sensu Schwarzott et al. (2001) (OEHL et al., 2003).

Descrição

Glomerocarpos intactos não acessados. Espécie forma glomerocarpos sem perídio (OEHL et al., 2003). Glomerosporos distribuídos por hifa intraesporocárpica, hialinas, reagindo ao Melzer adquirindo cor rosa claro a vermelho (A30M70C30 –

A30M99C30), longas e largas, 7,26 μm em diâmetro, com parede 1,3 μm em espessura

(Figura 35: A – B). Glomerosporos dourados a marrom dourado, (A40M20C20 –

A40M50C40) por duas camadas na parede: primeira camada (A40M20C20 – A40M50C40),

1,54 μm, evanescente, seguida por camada (A40M20C20 – A40M50C40), (1,3-) 1,5 (1,8) μm, laminada (Figura 35: C – D). Hifa de sustentação de cor contínua a parede do glomerosporos, descolorindo-se distante da base do glomerosporo, reta, cilíndrica, atingindo 55,5 μm em média em comprimento, 7,8 μm em média em diâmetro. Parede da hifa composta por duas camadas contínuas à parede do glomerosporos, totalizando (1,2-) 3 (-4) μm, estreitando-se a medida em que afasta-se da base, 0,7 – 1,4 μm (Figura 35: D). Canal 1,2 – 3,8 μm, espessando-se ao longo da distância da base, atingindo 4,2 μm. Septo formado por espessamento da parede da hifa, frequentemente próximo à base do glomerosporos, à ≅ 3 μm de distância, raramente além disso, com 0,5 μm em espessura e 1,84 μm em largura. Glomerosporos podem reagir em Melzer quando jovens, atingindo tom púrpura.

121

Figura 35: D. aurea. A – Glomerosporos maduros dispersos randomicamente entre hifa intraesporocárpica; Melzer; barra de escala = 50 μm. B – Glomerosporos jovens; Melzer; barra de escala = 50 μm. C – Primeira camada do glomerosporos (c1), hifa de sustentação (hf) e septo (s); PVLG; barra de escala = 10 μm. D – Primeira camada (c1), septo (s) e primeira camada da hifa de sustentação (c1(hs)): mais espessa e pigmentada na base, estreitando-se e descolorindo-se ao longo do comprimento; PVLG; barra de escala = 10 μm.

Comentários

Outras espécies de Dominikia com padrão de cor similar, amarelo amarronzado a douradas, composta por duas camadas, das quais a primeira é evanescente seguida por camda laminada são D. bernensis e D. compressa (OEHL et al., 2014). D. bernensis e D. compressa, apresentam glomerosporos consideravelmente maiores, com limites mínimos superiores as dimensões máximas verificadas para D. aurea. D. bernensis e D. compressa também apresentam glomerosporos com padrão em forma variando de globosos a subglobosos, enquanto D. aurea tende para glomerosporos subglobosos a amplamente elipsoides (OEHL et al., 2014). D. aurea se sobrepõe a D. compressa quando as dimensões de sua segunda camada, podendo variar dentro de 1,5 – 4 μm, 122 segundo valores descritos originalmente (OEHL et al., 2014) sendo já um pouco menos espessa em D. bernensis (< 2,5 μm). Tanto em D. aurea quanto D. bernensis, há presença de reação em Melzer na primeira camada, atingindo tom que varia de rosa a púrpura, bem como no perídio, atributo ausente em D. compressa (OEHL et al., 2014).

Espécie

Dominikia bernensis Oehl, Palenz., Sánchez-Castro & G.A.Silva

Recapitulação histórica

Espécie descrita originalmente por Oehl et al. (2014), coletada em abril de 2009 em solos sob práticas agrícolas na Suíça. As amostras foram posteriormente encaminhadas para implementação de culturas armadilhas utilizando-se Hieracium pilosella L. como planta hospedeira. Epíteto específico, do Latin, bernensis, faz referência à localidade tipo da espécie na Suíça, estado de Bern. Material depositado no United Herbaria, Zürich, Suíça, holótipo e Universidade Federal de Pernambuco, Pernambuco, Brasil, isótipo.

Status da revisão: Análise compatível com descrição fornecida por Oehl et al. (2014).

Acesso(s) consultado(s)

Acesso: Z + ZT 52558. Fornecedor: United Herbaria, Zürich, Suíça Dados gerais: Acesso coletado em Bern, Suíça, em solos destinados para práticas agrícolas, em abril de 2009. Estruturas micorrízicas: Forma micorriza com H. pilosella L., Lolium perene L., P. lanceolata L. e Trifolium pratense L. (Oehl et al., 2014). Posição filogenética: Forma clado junto a D. minuta, uma espécie indescrita de Domikia e D. achra, com valor de 70%, 85% e 100% em probabilidade bootstrap para análise de Verossimilhança, Máxima Parcimônia e Inferência Bayesiana, respectivamente (OEHL et al, 2014). 123

Descrição

Glomerocarpos intactos não acessados pessoalmente. Glomerosporos formados isoladamente, em pequenos clusters, ou em compactos glomerocarpos, (0,0008-) 0,0015 – 0,0086 x 0,0125 – 0,03 cm (OEHL et al., 2014). Glomerosporos amarelados,

(A60M10C10), frequentemente globosos, (36-) 45,2 x 47,4 (-54) µm ou, menos frequentemente, subglobosos, 44 x 47 µm a amplamente elipsóides, 33,3 x 46 µm (Figura 36: A). Compostos por duas camadas na parede: a primeira é hialina, evanescente, 0,7 µm, seguida por camada amarela, persistente, 1,4 – 1,7 µm (Figura 36: B - D). Hifa de sustentação reta cilíndrica a levemente recurvada na base, atingindo 21,3 µm em comprimento e 4 µm em média em diâmetro (Figura 36: C - D). Parede da hifa 1,6 µm, estreitando-se a medida que se afasta do glomerosporo, 0,6 µm e de cor e composição contínua com ambas camadas da parede do glomerosporos. Canal 1 µm, septo não observado. Reação em Melzer não observada.

124

Figura 36: D. bernensis. A –; PVLG; barra de escala = 100 μm. B – Segunda camada do glomerosporo (c2) e hifa intraesporocárpica (hi); PVLG; barra de escala = 20 μm. C – Segunda camada do glomerosporo (c2) e, hifa de sustentação (hs); PVLG; barra de escala = 20 μm. D – Segunda camada do glomerosporo (c2) e, hifa de sustentação (hs); PVLG; barra de escala = 20 μm.

Comentários

O acesso consultado para revisão encontrou-se em acordo com a descrição original, exceto pela não observação da reação em Melzer na primeira camada do glomerosporo e no perídio. Tal característica contudo, costuma desaparecer ao trasncorrer do tempo, na maioria das espécies analisadas durante a realização da presente tese, na ordem de mesmo poucos dias, e é possivel que esse fato tenha ocorrido com a amostra disponível, que consitiu basicamente na observação de lâminas preparadas em 2014. D. bernensis é morfologicamente muito similar a D. aurea, em padrão de cor, tamanho dos glomerosporos e composição de parede, com reação idêntica ao Melzer na segunda camada. As espécies também assemelham-se quanto a aparência macroscópica (OEHL et al., 2003). A segunda camada da parede de D. bernensis, contudo, é um pouco menor do que a de glomerosporos de D. aurea, que atinge de 1,5 – 3 (-4) µm em relação as dimensões de 1,8 – 2,5 µm registradas para a primeira. D. bernensis também apresenta hifa com diâmetro menos acentuado, 4 – 5,3 µm, em relação as dimensões máximas de 10 µm de D. aurea. Outro atributo marcante quanto as diferenças entre ambas consiste na presença de glomerosporos abortados – observação registrada por Oehl et al. (2014), completamente ausentes em D. aurea (OEHL et al., 2003). Além disso, ambas espécies diferem claramente quanto a identificação de natureza molecular (OEHL et al., 2014).

Espécie

Dominikia compressa (Sieverd., Oehl, Palenz., Sánchez-Castro & G.A. Silva) Oehl, Palenz., Sánchez-Castro & G.A.Silva ≡ Glomus compressum Sieverd., Oehl, Palenz., Sánchez-Castro & G.A. Silva

Recapitulação histórica 125

Espécie descrita originalmente por Oehl et al. (2014) no gênero Glomus. A espécie foi coletada em várias localidades destinadas para plantio distribuídas principalmente na Suíça, além da França e Alemanha, tendo sido encaminhadas posteriormente a implementação de culturas armadilhas com Hieracium pilosella L. como planta hospedeira. Todas as áreas amostradas se encontram em altitudes que variam de 230 – 1505 m. Posteriormente, com base em evidências moleculares, a espécie foi transferida para o gênero Dominikia (BŁASZKOWSKI et al., 2015). Epíteto específico, do Latin, compressus, refere-se ao pequeno e irregular canal observado na base da hifa de sustentação. Material depositado no United Herbaria (Z + ZT), Zürich, Suíça.

Status da revisão: análise compatível com descrição fornecida por Oehl et al. (2014).

Acesso(s) consultado(s)

Acesso: Z + ZT 52538 (holótipo). Fornecedor: United Herbaria (Z + ZT), Zürich, Suíça. Dados gerais: Acesso coletado em diferentes áreas destinadas a plantio em regiões montanhosas na Europa, pela Alemanha, França e Suíca. Estruturas micorrízicas: Forma micorriza com Hieracium pilosella L. como planta hospedeira em culturas armadilhas (Oehl et al., 2014). Posição filogenética: Espécie situa-se no clado Dominikia, em posição basal, mais relacionada filogeneticamente com D. indica, com 56% em valor de probabilidade bootstrap para análise consenso de Inferência Bayesiana, Máxima Parcimônia e Verossimilhança, a partir de sequências da região SSU-ITS-LSU (OEHL et al., 2014).

Descrição

Glomerocarpos intactos não acessados. Espécie forma glomerocarpos 0,02 - 0,05 x 0,02 – 0,04 cm com cerca de 34 a 50 glomerosporos ou pequenos clusters, 0,01 – 0,02 μm contendo até 10 glomerosporos (OEHL et al., 2014) (Figura 37: A). Hifas intraesporocárpicas hialinas (Figura 36: A), ≅ 4 μm, sem reação em Melzer.

Glomerosporos amarelo claro, (A40M00C10), frequentemente globosos, (32,7-) 55 x 58,7 126

(-69,8) μm a raramente amplamente elipsoides, (57,9-) 62,7 x 85,6 (-87,8) μm. Compostos por duas camadas na parede: primeira camada hialina, evanescente, 0,75 μm, evanescente, dificilmente observada em glomerosporos maduros, seguida por camada amarela clara (A40M00C10), laminada, persistente, 1,5 – 1,75 μm (Figura 37: B – D). Hifa de sustentação de cor contínua a parede do glomerosporos ou algumas vezes descolorindo-se ao longo do comprimento, reta, cilíndrica ou recurvada na base, atingindo (11-) 15,5 (-21,3) μm em média em comprimento, 4,6 μm em média em diâmetro. Parede da hifa composta por duas camadas contínuas à parede do glomerosporos, (0,8-) 1,2 (-1,6) μm, afilando para 0,5 – 0,9 ao longo do comprimento da hifa (Figura 37: D). Canal 1 μm, aumentando para 2,7 μm distante da base. Septo frequentemente ausente em glomerosporos maduros, quando presente, é formado por lâmina mais interna da segunda camada, 1,6 μm em largura x 1,7 em altura. Glomerosporos não reagem em Melzer.

Figura 37: D. compresa. A – Glomerosporos e hifa intraesporocárpica (hi); Melzer; barra de escala = 20 μm. B – Primeira camada do glomerosporo (c1) e hifa de sustentação (hs); PVLG; barra de escala = 10 μm. C – Primeira camada do glomerosporo (c1) e hifa de sustentação (hs); PVLG; barra de escala = 10 127

μm. D – Primeira camada do glomerosporo (c1) e primeira camada da hifa de sustentação (hs(c1)); PVLG; barra de escala = 10 μm.

Comentários

D. compressa se distingue das outras duas espécies do gênero que também forma glomerosporos amarelo a amarelo amarronzado, compostos por duas camadas na parede – D. aurea e D. bernensis – principalmente pela ausência de reação em Melzer na primeira camada do glomerosporo e no perídio (OEHL et al., 2003, 2014). Ademais, seus glomerosporos possuem dimensões do diâmetro total maiores em relação a ambas espécies, apresentando dimensões mínimas a partir de 50 μm, enquanto D. aurea e D. bernensis possuem esse valor como dimensões máximas (OEHL et al., 2003, 2014). Já macroscopicamente, a espécie se distingue por formar glomerocarpos e clusters menores em relação aos glomerocarpos de D. aurea e D. bernensis, atingindo máximo em torno de 450 x 500 μm, ao passo que as demais espécies atingem máximo de 1200 x 1600 μm e 800 x 1000 μm, respectivamente (OEHL et al., 2003, 2014).

Espécie

Dominikia difficilevidera Błaszk., Góralska & Chwat

Recapitulação histórica

Espécie descrita originalmente por Błaszkowski et al. (2015), a partir de amostras oriundas de culturas armadilhas inoculadas com as espécies A. arenaria e J. articulatus e solos coletados em dunas marítimas pertencentes ao Słowinski National Park, Polônia. Epíteto específico, do Latin, difficilvidera, faz referência a difícil detecção dos glomerosporos hialinos de pequenas dimensões. Amostras depositadas no Departament of Plant Pathology (DPP), Szczecin, Polônia, holótipo e Herbário da Universidade de Oregon (OSC), Oregon, EUA (isótipo).

128

Status da revisão: análise compatível com descrição fornecida por Błaszkowski et al. (2015).

Acesso(s) consultado(s)

Acesso: DPP 3414. Fornecedor: Departament of Plant Pathology (DPP), Szczecin, Polônia Dados gerais: Acessos obtidos a partir em solos de dunas marítimas no Słowinski National Park, Polônia, destinados a implementação de culturas armadilhas com A. arenaria e J. articulatus. Estruturas micorrízicas: desconhecidas. Posição filogenética: constitui membro do grupo Glomus A, subgrupo Ab3 (OEHL et al., 2005; SCHWARZOTT et al., 2010).

Descrição

Espécie se desenvolve isoladamente ou muito raramente em pequenos agregados, contendo de 2 a 5 glomerosporos cada (BŁASZKOWSKI et al., 2015) (Figura 38: A). Glomerosporos hialinos, globosos, (34,5-) 40,5 x 42,9 (-50,3) μm.. Parede do glomerosporos constituída por três camadas (Figura 38: B – D). A primeira camada é hialina, evanescente, ocasionalmente granulada devido à descamação, 0,9 – 1,2 μm., seguida por segunda camada hialina, laminada, (0,7-) 1,1 (-1,6) μm e terceira camada hialina, flexível, < 1 μm.. Nenhuma das camadas é reativa ao Melzer. Hifa de sustentação contínua em cor e com a composição da parede do glomerosporos, reta ou recurvada, (38,2-) 45,3 (-53) μm em comprimento e 3,7 μm em diâmetro (Figura 38: B – D). Parede da hifa 1,6 μm (Figura 38: C – D). Septo não observado.

129

Figura 38: D. difficilvidera. A – Glomerosporos; PVLG; barra de escala = 20 μm. B – Primeira, segunda e terceira camada do glomerosporo (c1, c2 e c3) e hifa de sustentação (hf); PVLG; barra de escala = 10 μm. C – Primeira, segunda e terceira camada do glomerosporo (c1, c2 e c3) e primeira e segunda camada da hifa de sustentação (c1(hs) e c2(hs)); Melzer; barra de escala = 10 μm. D – Primeira, segunda e terceira camada do glomerosporo (c1, c2 e c3) e primeira e segunda camada da hifa de sustentação (c1(hs) e c2(hs)); Melzer; barra de escala = 10 μm.

Comentários

D. difficilvidera assemelha-se a D. achra e D. disticha pela ausência de pigmentação, com produção de glomerospsoros hialinos, composição da parede por três camadas e tamanho dos glomerosporos e diâmetro da hifa com dimensões sobrepostas. Diferencia-se contudo de D. achra, pela ausência total de reação ao Melzer, enquanto D. achra apreesenta reação na primeira e segunda camada, bem como possui sua segunda camada acentuadamente menos espessa (BŁASZKOWSKI et al., 2009). D. difficilvidera e D. disticha apresentam dimensões similares quanto as camadas, o que torna os limites de distinção em nível microscópico tênues (BLASZKWOSKI et al., 2015). A primeira camada de D. disticha é lisa ou suavemente aspera, devido à descamação e reativa ao Melzer, enquanto D. difficilvidera apresenta essa camada mais áspera e sem a ocorrência de reação.

130

Espécie

Dominikia disticha Błaszk., Chwat & Kovács ≡ Dominikia distichi Błaszk., Chwat & Kovács

Recapitulação histórica

Espécie originalmente descrita por Błaszkowski et al (2015) a partir de glomerosporos obtidos de vasos de cultivo segundo metodologia descrita por Błaszkowski et al (2012), inoculados com a espécie Plantago lanecolata L. Os glomerosporos foram oriundos de coletas de solo realizadas em dunas marítimas na Reserve Rooiels, África do Sul, na rizosfera da espécie Thinopyrum distichum. Epíteo específico, do Latin, disticha, faz referência a espécie vegetal de origem da coleta. Material tipo depositado nas coleções DPP, Departamento f Plant Pahology, Szczecin, Polônia e OSC, University of Oregon, Oregon, EUA.

Status da revisão: análise compatível com descrição fornecida por Blaszowski et al (2015).

Acesso(s) consultado(s)

Acesso: DPP 3361 e DPP 3362 – 3380.

Fornecedor: Departamento f Plant Pahology, Szczecin, Polônia Dados gerais: Acessos coletados em solos de dunas marítimas na África do Sul, na rizosfera da espécie vegetal Thinopyrum distichum, submetidos a vasos de cultivo com a espécie P. lanceolata. Estruturas micorrízicas: forma micorriza arbucular em potes de cultura com P. lanceolata, desenvolvendo arbúsculos, vesículas e hifas intra e extraradicais. Posição filogenética: análises da região SSU-ITS-LSU posicionam a espécie próxima a D. iranica, com valor de probabilidade bootstrap de 94% para inferência Bayesiana (BŁASZKOWSKI et al., 2015).

Descrição 131

Espécie desenvolve-se isoladamente ou em pequenos a compactos clusters contendo 79 glomerosporos cada (BŁASZKOWSKI et al., 2019). Glomerosporos hialinos a amarelo claro (A50M10C00), globosos, (35,5-) 40,6 x 41,6 (-48,6) μm (Figura 39: A). Compostos por três camadas na parede: a primeira, hialina, evanescente, mucilaginosa, 1,8 μm, reativa fracamente ao Melzer (A50M50C30), seguida por segunda camada hialina a amarelo claro (A50M10C00), laminada, 1,7 – 2, 19 μm e terceira camada hialina, 0, 5 μm, usualmente destacada da segunda camada (Figura 39: B – D). Hifa de sustentação reta ou curvada, cilíndrica a forma de funil, atingindo comprimento de (43-) 61 (-73) μm e diâmetro 2,18 – 5 μm, contínua a parede do glomerosporo em relação a cor, descolorindo-se ao longo do comprimento e contínua apenas com a primeira e segunda camada. Parede da hifa 1,79 μm. Canal 3 – 4,5 μm.

Figura 39: D. disticha. A – Glomerosporos; Melzer; barra de escala = 50 μm. B – Primeira e segunda camada do glomerosporo (c1 e c2) e hifa de sustentação (hs); Melzer; barra de escala = 10 μm. C – Primeira e segunda camada do glomerosporo (c1 e c2); Melzer; barra de escala = 10 μm. D – Primeira, segunda e terceira camada do glomerosporo (c1, c2 e c3); a primeira camada reage fracamente ao Melzer; Melzer; barra de escala = 30 μm.

Comentários 132

D. disticha produz glomerosporos hialinos compostos por três camadas na parede, assim como D. achra e D. difficilvidera. D. achra e D. disticha formam pequenos a compactos clusters extrarradicais, com D. achra ocasionalmente desenvolvendo clusters intrarradicais. D. difficilvidera se desenvolve isoladamente e,muito raramente, discretos clusters compostos por 2 a 5 glomerosporos, o que dificulta sua detectação em amostras de campo, somado ax suas diminutas dimensões dos glomrosporos e inconspicuidade nas vias tradicionalmente utilizadas para recolhimento dos glomerosporos (BŁASZKOWSKI et al., 2015). Em relação a composição estrutural dos glomerosporos, D. disticha diferencia-se de D. difficilvidera pela presença de reação ao Melzer na primeira camada, enquanto D. difficilvidera não apresenta camadas reativas e D. achra apresenta reação na primeira e segunda camada, com segunda camada um pouco mais espessa que D. disticha em relação as dimensões máximas registradas (OEH et al., 2011; BŁASZKOWSKI et al., 2008; 2014; 2015).

Espécie

Dominikia iranica (Błaszk., Kovács & Balázs) Błaszk., Chwat & Kovács

≡ Glomus iranicum Blaszk., Kovács & Balázs

Recapitulação histórica

Espécie descrita originalmente por Błaszkowski et al. (2010) no gênero Glomus (= Glomus iranicum) e posteriormente, com base em evidências moleculares da região SSU-ITS-LSU, a espécie foi acomodada no gênero Dominikia, junto as espécies D. achra e D. disticha, D. minuta, com valores de probabilidade bootstrap de 94% e 100% para análises Bayesiana e Máxima Verossimilhança, respectivamente (BŁASZKOWSKI et al., 2015). As espécies foram obtidas a partir da implementação de vasos de cultivo com a espécie vegetal P. lanceolata, de acordo com metodologia descrita por Błaszkowski et al (2006). Epíteto específico, do Latin, iranicum, faz referência ao Irã, país de origem da espécie. Material tipo depositado no Departament of

Plant Pathology (DPP), Szczecin, Polônia e Oregon Herbarium (OSC), Oregon, EUA.

133

Status da revisão: análise compatível com descrição fornecida por Błaszkowski et al (2010).

Acesso(s) consultado(s)

Acesso: DPP 3186 – 3207. Fornecedor: Janusz Błaszkowski . Dados gerais: espécies oriundas de vasos de cultivo inoculados com a espécie vegetal P. lanceolata. Estruturas micorrízicas: forma estruturas micorrízicas com P. lanceolata, em vasos de cultivo, desenvolvendo arbúsculos intra e extrarradicais (BŁASZKOWSKI et al., 2010). Posição filogenética: análises filogenéticas da região SSU do nrDNA posicionam G. iranicum no clado Glomus A sensu Schwarzott (2001) (BŁASZKOWSKI et al., 2010).

Descrição

Glomerosporos são formados em pequenos a compactos clusters, raramente isolados no solo (BŁASZKOWSKI et al., 2010). Glomerosporos hialinos a amarelo pastel (A40M10C20), globosos, 42,3 x 42,8 μm (Figura 40 – A). Compostos por três camadas na parede: a primeira é hialina, mucilaginosa, evanescente, medidas μm, seguida por camada hialina, unitária, permanente, 1,72 μm e terceira camada hialina a amarelo pastel (A40M10C20), laminada, 0,7 – 3,6 μm (Figura 40: B – D). Hifa de sustentação hialina a amarelo pastel (A40M10C20), reta a recurvada, raramente constricta na base, 0,6 – 1,36, μm. Parede da hifa contínua as três camadas da parede, medidas μm (Figura 40: D). Canal 1,2 – 1,7 μm, septo não observado. Reação em Melzer na primeira camada, atingindo tom levemente púrpura.

134

Figura 40: D. iranica. A – Glomerosporos; presença de três camadas na parede (c1, c2 e c3); camadas contínuas a hifa de sustentação (c2(hs) e c3(hs)): a primeira camada encontra-se degradada na maturidade; PVLG; barra de escala = 10 μm. B – Segunda e terceira camada na parede do glomerosporo (c2 e c3), contínuas a hifa de sustentação (c2(hs) e c3(hs)); PVLG; barra de escala = 10 μm. C – Primeira, segunda e terceira camada na parede do glomerosporo (c1, c2 e c3); Melzer; barra de escala = 10 μm. D – Primeira, segunda e terceira camada na parede do glomerosporo (c1, c2 e c3; Melzer; barra de escala = 10 μm.

Comentários

Dentre as espécies representantes do gênero Dominikia, D. achra, D. difficilvidera, D. disticha, D. lithuanica e D. iranica constituem as espécies que formam glomesporos predominantemente globosos a subglobosos, hialinos, compostos por três camadas na parede (BŁASZKOWSKI et al., 2009, 2015a,b, 2018). D. iranica assemelha-se mais morfologicamente aos glomerosporos produzidos por D. lithuanica: ambas constituem espécies que formam glomerosporos hialinos quando jovens a amarelo pálido quando maduras, apresentam segunda camada uniforme e terceira camada laminada. Todavia, a primeira camada de D. iranica é membranosa, evanescente, enquanto em D. lithuanica é flexível, permanente (BŁASZKOWSKI et al., 2018). A reação ao Melzer ocorre na primeira e terceira camada de D. lithuanica, enquanto em D. iranica ocorre apenas na primeira camada. As demais espécies 135 apresentam glomerosporos exclusivamente hialinos ao longo do desenvolvimento, nos quais a segunda camada é laminada e a terceira flexível. D. achra e D. difficilvidera não apresentam reação ao Melzer e D. disticha apresenta, porém apenas na primeira camada, membranosa, evanescente (BŁASZKOWSKI et al., 2009, 2015a,b).

Espécie

Dominikia lithuanica Błaszk., Chwat & Góralskaü

Recapitulação histórica

Espécie descrita originalmente por Błaszkowski et al (2016), a partir de amostras coletadas em áreas de dunas marítimas em The Curonian Spit, na Lituânia. A ocorrência da espécie foi considerada na condição de rara em nível global, por duas razões 1) foi encontrada em apenas duas amostras dentre 2900 amostras analisadas, representando diferentes países e 2) a exceção de D. achra, que possui uma faixa de 94,9% - 97% de similaridade quanto a região SSU-ITS-LSU, não existem sequências que apresentem valores maiores ou iguais a 97% em similaridade em relação ao seguimento SSU_ITS-LSU que representa D. lithuanica. Epíteto específico, do Latin, lithuanica, faz referência ao país de origem do tipo. Lâminas depositadas no United Herbaria, Zürich, Suíca (Z + ZT), holótipo e Departament of Plant Phatology, Szzecin, Polônia (DPP) e Oregon Herbarium, Oregon, EUA (OSC), isótipos.

Status da revisão: análise compatível com descrição fornecida por Błaszkowski et al (2016).

Acesso(s) consultado(s)

Acesso: DPP 3531 – 3537. Fornecedor: Janusz Błaszkowski . Dados gerais: Acessos coletados em solos sob diferentes usos durante o período de 1994 a 2003, na Alemanha, Itália e Suíça. Estruturas micorrízicas: desconhecidas. 136

Posição filogenética: agrupa-se próxima a D. achra e D. duoreactiva, com 81 e 100 em valores de probabilidade bootstrap para inferência Bayesiana, a partir de análise da região SSU-ITS-LSU do nrDNA (BŁASZKOWSKI et al., 2016).

Descrição

Espécie se desenvolve em pequenos a compactos clusters hipógeos

(Błaszkowski et al., 2016). Glomerosporos hialinos a amarelo pálidos (A50M10C10), globosos, (36,3-) 40,6 x 43 (-43,6) μm. Compostos por três camadas na parede: a primeira é hialina, flexível, evanescente, 1,4 – 2,3 μm, seguida por camada flexível,

(A50M10C10), persistente, 1,5 – 2,8 μm e terceira camada amarelo pálida, laminada, permanente, 2,2 – 2,7 μm (Figura 41: A – D). Hifa de sustentação atingindo 7,6 μm em comprimento e 6,9 μm em diâmetro. Parede da hifa contínua as camadas e cor dos glomerosporos, 2,3 μm, tendendo a estreitar-se para 1 μm (Figura 41: B , D). Canal 1,4 μm, septo não observado. Reação em Melzer na primeira e terceira camada, adquirindo tom alaranjado, discreto, podendo raramente não apresentar reatividade.

Figura 41: D. lithuanica. A – Glomerosporos; presença de três camadas na parede (c1, c2 e c3); Melzer; barra de escala = 10 μm. B – Primeira, segunda e terceira camada na parede do glomerosporo (c1, c2 e c3), contínuas a hifa de sustentação (c1(hs), c2(hs) e c3(hs)); Melzer; barra de escala = 10 μm. C – 137

Primeira, segunda e terceira camada na parede do glomerosporo (c1, c2 e c3); Melzer; barra de escala = 10 μm. D – Primeira, segunda e terceira camada na parede do glomerosporo (c1, c2 e c3), contínuas a hifa de sustentação (c1(hs), c2(hs) e c3(hs)); Melzer; barra de escala = 10 μm.

Comentários

D. lithuanica se assemelha as representantes do gênero Dominikia com três camadas na parede D. achra, D. difficilvidera, D. disticha e D. iranica, espécies caracterizadas pela produção de glomerosporos hialinos a amarelados, compostos por três camadas na parede: D. achra, D. difficilvidera e D. disticha produzem glomerosporos exclusivamente hialinos ao longo da vida, enquanto D. lithuanica e D. iranica produzem glomerosporos hialinos quando jovens a amarelo pálido quando maduros (BŁASZKOWSKI et al., 2009, 2010, 2015a,b). A composição da parede e reação em Melzer distingue D. lithuanica de todas as demais. Apenas D. lithuanica e D. iranica apresentam segunda camada uniforme, seguidas por camadas laminadas, ao passo que as demais espécies possuem segunda camada laminada, procedida por camadas flexíveis (BŁASZKOWSKI et al., 2010). A primeira camada de D. lithuanica é flexível, enquanto em D. iranica é membranosa (BŁASZKOWSKI et al., 2010). Além disso, D. lithuanica é a única espécie que apresenta reatividade ao Melzer na primeira ae terceira camadas. D. disticha e D. iranica apresentam reatividade apenas na primeira camada e D. achra e D. difficilvidera não apresentam reação (BŁASZKOWSKI et al., 2010).

Espécie

Dominikia minuta (Błaszk., Tadych & Madej) Błaszk., Chwat & Kovács

≡ Glomus minutum Blaszk., Tadych & Madej

Recapitulação histórica

Espécie descrita originalmente por Błaszkowski et al. (2000) no gênero Glomus (como Glomus minutum), a partir de coletas de solo realizadas em áreas de dunas marítimas na Polônia. A espécie foi extraída após a implementação de vasos de cultivo 138 inoculados com a espécie P. lanceolata, seguindo metodologia descrita por Błaszkowski e Tadych (1997) e posteriormente, com incremento de evidências moleculares, a espécie foi transferida para o gênero Dominikia. Epíteto específico, do Latin, minutum, faz referência às pequenas dimensões dos glomerosporos. Material tipo depositado no Departament of Plant Pathology (DPP), Szscecin, Polônia, holótipo e isótipo e Oregon Herbarium (OSC), Oregon, EUA, isótipo.

Status da revisão: análise compatível com descrição fornecida por Błaszkowski et al (2000).

Acesso(s) consultado(s)

Acesso: DPP 2246 (Holótipo). Fornecedor: Janusz Błaszkowski . Dados gerais: acesso obtido a partir de vasos de cultivos inoculadas com espécie vegetal P. lanceolata. Estruturas micorrízicas: Forma micorrizas com P. lanceolata, desenvolvendo arbúsculos e hifas intra e extrarradiculares (BLASKOWSKI, 2012). Posição filogenética: Filogeneticamente relacionada com espécie não descrita e D. achra, com valores de 100% em probabilidade bootstrap para inferência Bayesiana, a partir de análises de sequências das regiões SSU-ITS-LSU (BŁASZKOWSKI et al., 2015).

Descrição

Espécie se desenvolve isoladamente ou em pequenos agregados associados a raízes (BŁASZKOWSKI , 2000). Glomerosporos hialinos, globosos, (37,8-) 42,7 x 44,5 (-50,3) μm, subglobosos (35,2-) 36,2 x 39,2 (-4,7) μm a elipsoides, (23,6-) 33,2 x 43,5 (- 54,8) μm (Figura 42: A). Compostos por duas camadas na parede: a primeira é hialina, flexível, (1,2) 1,7 (-2,4) μm, seguida por camada laminada, fina (1,2) 2 (-3,2) μm (Figura 42: B - D). Hifa de sustentação estreita ou recurvada, atingindo 16 μm em comprimento e 6 μm em diâmetro. Parede da hifa contínua a cor e camadas do glomerosporos, (1,3-) 2 (-2,5) μm (Figura 42: C). Canal 4,7 μm, estreitando-se para 1,8 μm a medida em que se estende a hifa. Não há reação em Melzer. 139

Figura 42: D. minuta. A – Cluster extrarradical; PVLG; barra de escala = 50 μm. B – Primeira e segunda camadas da parede do glomerosporo (c1 e c2) e primeira e segunda camada da parede do hifa (c1(hs) e c2(hs)); PVLG; barra de escala = 20 μm. C – Primeira camada do glomerosporos (c1), hifa de sustentação (hf) e septo (s); PVLG; barra de escala = 10 μm. D – Primeira e segunda camadas da parede do glomerosporo (c1 e c2); PVLG; barra de escala = 10 μm.

Comentários

D. minuta pode ser confundida com D. indica e D. minuta forma médios clusters associados a raízes, assim como D. minuta, contendo de poucas unidades a centenas de glomerorosporos (BŁASZKOWSKI et al., 2000, 2010). Ambas espécies produzem glomerosporos hialinos, predominantemente globosos a subglobosos, atingindo em média 32 e 39 µm, respectivamente, com dimensões máximas de até 65 µm, compostos por duas camadas na parede do glomersporo (BŁASZKOWSKI et al., 2000, 2010). As espécies diferem basicamente no quesito ntureza das camadas e hifa. D. indica apresenta primeira camada evanescente, mucilaginosa, atingindo até 1,4 µm quando intacta, seguida por camada laminada, (1.2–)1.8(–4.0) µm, ao passo que D. minuta apresenta primeira camada permanente, flexível, < 1 µm e segunda camada laminada < 1,2 µm. Além disso, nenhuma das camadas de D. minuta reagem ao Melzer, enquanto 140

D. indica apresenta reação na primeira camada, adquirindo tom rosado, bem como sua hifa é menos espessa em diâmetro, com cerca de 4 – 5 µm de diferença e quanto a espessura da parede, 1 – 2 µm menor. Outra espécie que forma glomerosporos hialinos com composição de parede similar é M. litorea, pertencente ao clado Dominikia sensu Corazon-Guivin et al. (2019). Todavia, glomerosporos globosos a subgobosos de M. litorea são notavelmente menores, ≤ 35 µm, apresentam primeira camada permanente, unitária, e reação na primeira e segunda camada (BŁASZKOWSKI et al., 2018).

Espécie

Funneliformis halonatus (S.L. Rose & Trappe) Oehl, G.A. Silva & Sieverd. ≡ Glomus halonatum S.L. Rose & Trappe

Recapitulação histórica

F. halonatus foi descrito originalmente como G. halonatum por Rose e Trappe (1980). A espécie foi encontrada em solos áridos, vulcânicos e de dunas na Inglaterra e em gramíneas no México. A espécie foi encontrada e revisada por Goto et al (2009) em área de Mata Atlântica localizada no município de Goiana, Pernambuco, acrescendo informações taxonômicas. Posteriormente, a espécie foi transferida para o gênero Funneliformis por Oehl et al. (2011). O material que serviu de base para essa combinação nova consistiu em parátipo da coleção de Oehl (Trappe 3594) e espécime coletada no Brasil por Goto. Epíteto específico, do Latin, haloed, refere-se à aparência de halo da parede externa em torno do glomerosporo. Material depositado no herbário de Oregon (OSC), Oregon, EUA, holótipo e parátipo.

Status da revisão: análise compatível com descrição fornecida por Rose e Trappe (1980).

Acesso(s) consultado(s)

Acesso: OSC #41351 (holótipo). 141

Fornecedor: Oregon Herbarium, Corvallis, Oregon, EUA. Dados gerais: Espécie coletada por C. Youngberg e Sharon Rose em 11/01/1979 em Gibralter Point, Lincolnshire, Inglaterra, em solos áridos, vulcânicos e de dunas próximo a raízes de Hippophae rhamnoides L. e em solo adjacente a gramíneas, em Veracruz, México. Estruturas micorrízicas: desconhecidas. Posição filogenética: desconhecida.

Descrição

Clusters não observados no material tipo, nem em lâmina quanto em via líquida. É possível que pelo tempo transcorrido de preservação, os clusters podem ter se fragmentado no conteúdo, separando os glomerosporos. Vestígios de perídio marrom

(A90M70C50) são detectados, de hifas muito finas 0,7 μm, ramificadas. Glomerosporos globosos (127,7–) 196,2 x 196,2 (–256,7) μm (Figura 43: A), compostos por três camadas na parede, contínuas com a hifa. A primeira é hialina a amarelada (A90M20C20), evanescente e espessa (7,8–) 15,9 (–28,9) μm, seguida por uma camada marrom alaranjado (A90M99C80), espessa (5,5–) 10,5 (–13,5) μm, laminada, levemente ornamentada com espinhos e que pode quebrar sobre pressão, sugerindo duas camadas (Figura 43: A - C). A terceira camada é difícil de observar, mesmo nos glomerosporos maduros, conforme registrado por Rose & Trappe (1980), não tendo sido por isso possível aferir sua espessura (Figura 43: C). Hifa marrom alaranjado (A90M80C50) reta e afunilada na base, típica de Funneliformis, (13,8–) 18,7 (–24,9) μm em diâmetro e atingindo 88,7 μm em comprimento, parede 4 μm em média, ocasionalmente ramificada (Figura 43: D). Não foi observada reação em Melzer.

142

Figura 43: F. halonatum. A – Glomerosporo; PVLG; barra de escala = 50 μm. B – Primeira e segunda camadas (C1 e C2); PVLG; barra de escala = 30 μm. C – Primeira, segunda e terceira camadas (c1, c2 e c3); PVLG; barra de escala = 10 μm. D – Primeira e segunda camadas do glomerosporo (C1, C2) e primeira e segunda camada da hifa; PVLG; barra de escala = 10 μm.

Comentários

F. halonatus lembra glomerosporos de G. pansihalos em relação ao número de camadas na parede e aparência de sua camada externa, porém, distintamente, G. pansihalos apresenta estrias radiais bem definidas quando montado em lâminas com PVLG (BERCH; KOSKE, 1986). Rose e Trappe (1980) relataram a ocorrência de algumas vezes, F. halonatus também apresentar estrias radiais na camada externa, porém essa característica não foi observada nos acessos avaliados. Na maioria dos glomerosporos observados, a camada externa encontrava-se com aparência enrugada, conforme descrito para glomerosporos maduros por Rose e Trappe (1980). Além disso, a segunda camada de G. pansihalos, laminada, atinge dimensões extensas (até 8 μm), ornamentada com verrugas, enquanto F. halonatus apresenta segunda camada com dimensões máximas em torno de 13,5 - 15 μm, conforme observado na presente análise 143 e registrado por Rose e Trappe (1980), ornamentada com espinhos. A terceira camada de F. halonatus e de difícil observação, tendo sido relatada sua presença para glomerosporos mais velhos. G. spinosum também apresenta composição de parede similar a F. halonatus, incluindo camada externa hialina, seguida por camada laminada e membranosa. Porém, a camada externa de G. spinosum é ornamentada com espinhos, contrastando com camada lisa de F. halonatus (TAO-HU, 2002). A segunda camada de G. spinosum, por sua vez, apresenta ornamentação tendendo para verrugas, ao invés de espinhos (TAO- HU, 2002). Goto et al. (2009) encontraram amostras de F. halonatus em área de vegetação herbácea situada no bioma Mata Atlântica, Goiana, Pernambuco, Brasil. O material analisado foi similar ao descrito por Rose e Trappe (1980), a exceção do fato de que não foram coletados glomerocarpos (as análises seguiram de acordo com protocolo de extração convencional para espécies não esporocárpicas, segundo Gerdemann e Nicolson (1963) e Jenkins (1964) e por uma maior espessura avaliada para primeira camada da parede: 12,5 – 27,5 μm para espécime de Pernambuco a 8 -20 μm para espécime originalmente descrita (ROSE; TRAPPE, 1980, GOTO et al., 2009).

Espécie

Glomus ambisporum G.S. Sm. & N.C. Schenck

Recapitulação histórica

G. ambisporum representa, junto a G. heterosporum, as primeiras espécies que formam glomerocarpos do gênero Glomus descritas com produção de dois morfotipos com desenvolvimento assíncronico. A espécie foi originalmente coletada a partir de um vaso de cultura de gramínea sem identificação, em casa de vegetação em Gainesville, Flórida, EUA. Cultivada posteriormente em vasos inoculados com Paspalum notatum Flugge, um período de 6 a 12 meses foi requerido para formação do glomerocarpo. Com morfotipo pigmentado e hialino, tal como em G. heterosporum, os glomerosporos hialinos só foram obtidos quando se macerou mecanicamente raízes e restos de tecidos vegetais mortos previamente ao peneiramento úmido (SMITH; SCHENCK, 1985). Por essa razão, Smith e Schenck (1985) consideraram que essa espécie pode ser 144 subestimada nos inventários de diversidade. Uma importante observação realizada pelos autores consiste no questionamento da natureza dimórfica dos glomerosporos, que também pode tratar-se de um mero estágio imaturo dos glomerosporos (SMITH; SCHENCK, 1985). Em testes de cultura com P. notatum com vasos de cultivo inoculados exclusivamente com glomerosporos hialinos ou pigmentados, ambos morfotipos foram produzidos. Epíteto específico, do Latin, ambi = ambos e sporum = esporo, faz referência à natureza dimórfica da espécie. Material tipo depositado no herbário da Universidade de Oregon, EUA, holótipo e Florida Museu of Natural History (FLAS), Flórida, EUA e Harvard University (FH), Massachusetts, EUA, isótipos.

Status da revisão: análise compatível com descrição fornecida por Smith e Schenck (1985).

Espécies consultadas

Acesso: OSC #44289. Fornecedor: Oregon Herbarium, Corvallis, Oregon, EUA. Dados gerais: Espécie coletada em 01/01/1979 por George Smith em casa de vegetação em Gainesville, Florida, EUA. Estruturas micorrízicas: desconhecidas. Posição filogenética: desconhecida. Sequências disponíveis no Genbank da região 18S do rRNA (Arofatullah et al., dados não publicados).

Descrição

Não foram acessado glomerocarpos íntegros, provavelmente devido à conservação em via líquida que tende a desfragmentar em pequenos arranjos de glomerosporos, com cerca de 5 - 20 glomerosporos cada. Também foram acessadas lâminas contendo glomerosporos não pigmentados em alta abundância no interior de raízes (Figura 44 – A). Não há perídio. O primeiro morfotipo apresenta glomerosporos frequentemente globosos (103,4-) 116,6 x 118,7 (-132,2) μm a ocasionalmente subglobosos (107,7-) 11,5 x 120 (-128) μm, marrom amarelado (A70M40C30), quando em PVLG a marrom escuro (A70M90C70) quando em Melzer (Figura 44: B - E). Compostos por três camadas na parede (Figura 44 – B, D, E). A primeira é evanescente, 145

0,9 – 1 μm, hialina e quando intacta, observa-se uma aparência granular, porém não foi verificada a presença de retículo com arranjo hexagonal descrita por Smith e Schenck

(1985). Camada média laminada, 7,4 μm em média, (A70M40C30). Camada interna membranosa, < 1 μm, com cor aparentemente similar a camada média. . Glomerosporos são conectados por uma hifa esporógena, (A70M30C20). Observa-se, com pouca frequência, a ocorrência de duas hifas anexadas (Figura 44 – C), porém na maioria das vezes, detecta-se apenas uma hifa por glomerosporo. Hifa reta, ramificada, lúmen reduzido na base, 0,8 - 4,2 μm e alargando-se à medida que se extende a hifa, 7,1 μm, com cor contínua a parede do glomerosporo, extendendo-se por até 84,2 μm, 15,5 μm em diâmetro (Figura 44 – B, C). Parede da hifa contínua com as duas camadas externas, totalizando 3,4 μm. É possível que a camada evanescente tenha desparecido na hifa e por isso, não tenha sido detectada nessa estrutura. Conteúdo citoplasmático delimitador pela própria camada membranosa. Segundo morfotipo possui glomerosporos hialinos a levemente amarelados (A50M00C00) globosos, (66,6-) 69,3 x 69,5 (-72,5) μm, composto por duas camadas: camada externa laminada, hialina, ≤1 μm e camada interna membranosa, hialina, ≤ 1 (Figura 44 – F). Não foi observada primeira camada evanescente, conforme descrição original (SMITH; SCHENCK, 1985). Hifa reta, lúmen contínuo ao longo da extensão da hifa, 2,6 μm, cor contínua a parede do glomerosporo, 6,2 μm em diâmetro, se extendendo até 34,4 μm, geralmente dicotomicamente ramificada. Parede da hifa 1,2 μm, contínua com parede do glomerosporos. Não há reação em Melzer em ambos morfotipos.

146

Figura 44: G. ambisporum. A – Glomerosporos não pigmentados, segundo morfotipo, produzidos no interior de tecido vegetal; B – Glomerosporo pigmentado, primeiro morfotipo, primeira camada descamando (c1), segunda e terceira camada (c2 e c3), hifa de sustentação composta por segunda e terceira camada (c2(hs) e c3(hs)); PVLG; barra de escala = 10 μm; C – Detalhe do plexo central, presença de glomerosporos contendo duas hifas anexadas; PVLG; barra de escala = 10 μm. D – Primeira, segunda e terceira camada (c1, c2 e c3); Melzer; barra de escala = 100 μm; E – Primeira, segunda e terceira camada (c1, c2 e c3), c2 e c3 contínuas ao longo da hifa de sustentação (hs); Melzer; barra de escala = 100 μm; F – Glomerosporo não pimgmentado, segundo morfotipo, composto por duas camadas (c1 e c2); Melzer; barra de escala = 10 μm.

147

Comentários

Os glomerosporos de ambos morfotipos revisados se encontraram com composição em acordo a descrição provida por Smith e Schenck (1985), a exceção de poucos detalhes em desacordo. As dimensões dos glomerosporos observados apresentaram-se, para diâmetro e espessura da parede, menores, porém exibindo valores dentro do limite da variação reportada na descrição original, à exceção apenas das camadas da parede do segundo morfotipo, não pigmentado, que exibiram valores inferiores ao limite mínimo descrito previamente. G. ambisporum e G. heterosporum foram encontradas em uma distância de apenas 10 km. Ambas espécies produzem glomerocarpos produzindo glomerosporos de forma assíncronica com dois morfotipos, hialinos e pigmentados, de dimensões similares (G. heterosporum apresenta valores máximos um pouco maiores do que G. ambisporum, cerca de 50 μm a mais). Ambas as espécies também desenvolvem glomerosporos hialinos em tecidos vegetais ao passo que glomerosporos pigmentados se desenvolvem em glomerocarpos externos aos tecidos vegetais. Apesar disso, as espécies possuem caracteres suficientes para distinguir-lhes bem. Smith e Schenck (1985) mencionam que glomerocarpos de G. heterosporum são mais escuros que de G. ambisporum, negros, em oposição à cor marrom clara a escura da segunda. Cabe apontar, contudo, que o caractere cor é fortemente influenciado por estágio de maturidade da espécie e particularidades edáficas da região, sendo, portanto, um atributo impreciso para efeito de comparação. A composição da parede permite-lhes distinguir notavelmente: o primeiro morfotipo de G. ambisporum possui três camadas na parede, evanescente, ocasionalmente ornamentada, seguida por camada laminada e membranosa, com septo ocluído por camada membranosa, enquanto G. heterosporum apresente camada evanescente não ornamentada, seguida por camada laminada, com presença de septo constituído por laminação mais interna. Já o segundo morfotipo de G. ambisporum apresenta três, evanescente, laminada e membranosa, enquanto a segunda camada das três presentes no segundo morfotipo de G. heterosporum é unitária, com primeira e segunda camada de difícil observação.

148

Espécie

Glomus badium Oehl, D. Redecker & Sieverd.

≡ Funneliformis badium (Oehl, D. Redecker & Sieverd.) C. Walker & A. Schüßler

Recapitulação histórica

Espécie descrita originamente por Oehl et al. (2005), coletada em solos submetidas a diferentes usos por práticas agrícolas, solos cobertos por vegetação rasteira e áreas de manejo extensivo de vinícolas, na Alemanha, Itália e Suíça. Os solos foram obtidos durante 1994 a 2003 e a espécie foi detectada a partir da técnica do peneiramento úmido e decantação, submetidas a sucessivas concentrações de açúcar descrita por Sieverding (1991). Posteriormente, a espécie foi transferida para o gênero Funneliformis por Walker e Schüßler (2010), com base em evidências moleculares de sequências da região SSU, ITS e LSU do rRNA. Oehl et al. (2011), contudo, acomodaram a espécie novamente no gênero Glomus, concatenando análises morfológicas minuciosas com novas evidências moleculares de sequências de β-tubulin e rRNA (SSU e LSU). Epíteto específico, do Latin, badium, faz referência aos glomerosporos marrom avermelhados a marrom negros, quando maduros. Lâminas depositadas nos herbários de Oregon, EUA (OSC), isótipo e Zürich, Suíça (Z+ZT) (holótipo).

Status da revisão: análise compatível com descrição fornecida previamente por Oehl et al. (2005).

Acesso(s) consultado(s)

Acesso: OSC #136588 (isótipo) e Z+ZT #4992 (holótipo) Fornecedor: Oregon Herbarium, Corvallis, Oregon, EUA e United Herbaria, Zürich, Suíca Dados gerais: Acessos coletados em solos sob diferentes usos durante o período de 1994 a 2003, na Alemanha, Itália e Suíça. Estruturas micorrízicas: desconhecidas. 149

Posição filogenética: constitui membro do grupo Glomus A, subgrupo Ab3 (SCHWARZOTT et al., 2010; OEHL et al., 2005).

Descrição

Espécie se desenvolve em glomerocarpos. Glomerocarpos intactos não acessados pessoalmente. Glomerocarpos globosos a subglobosos, 0,18 – 0,27 x 0,20 – 0,28 (-0,35) mm, perídio ausente (OEHL et al., 2005) (Figura 45: A). Glomerosporos marrons avermelhados a marrom escuro (A80M60C60 – A80M90C70), globosos, (72-) 78,9 x 81 (-86,5) μm. Compostos por três camadas na parede: a primeira é hialina, evanescente, < 1 μm, seguida por camada marrom avermelhada (A80M60C60), persistente, laminada, 6,1 μm e terceira camada flexível, < 1 μm (Figura 45: B - D). Hifa de sustentação curta e difícil de observar 8,8 μm próximo a base a 13 μm na medida em que se afasta. Parede da hifa contínua a primeira e segunda camada do glomerosporos, com cor contínua a segunda camada, tendendo a descolorir ao longo da extensão, 2,18 μm, tendendo a estreitar-se para 1 μm (Figura 45: D). Canal 1,1 μm, septo não observado. Reação em Melzer não observada.

150

Figura 45: G. badium. A – Glomerosporos; PVLG; barra de escala = 50 μm. B Primeira, segunda e terceira camada (c1, c2 e c3) do glomerosporo; PVLG; barra de escala = 10 μm. C – Primeira, segunda e terceira camada (c1, c2 e c3) do glomerosporo; Melzer; barra de escala = 50 μm. D – Primeira, segunda e terceira camada (c1, c2 e c3) do glomerosporo e hifa de sustentação (hs); Melzer; barra de escala = 10 μm.

Comentários

As características detectadas nos glomerosporos analisados encontraram-se de acordo com a descrição original, não tendo sido possível obervar apenas a cor da terceira camada devido a sua difícil detecção nos glomerosporos. Uma característica marcante da espécie é sua hifa curta, de difícil observação, podendo ocorrer, apesar de raramente, em duas a três por glomerosporo. G. badium se assemelha em tamanho e cor a G. cuneatum, G. pellucidum e G. rubiforme. G. cuneatum produz glomerosporos mais variáveis em forma, de globosos a ovoides, clavados ou irregulares ao passo que que G. badium desenvolve frequentemente glomerosporos globosos (MCGEE; TRAPPE, 2002). Glomerocarpos de G. cuneatum apresentam perídio e uma gleba densa onde encontram-se imersos os 151 glomerosporos, além de parede composta por cinco camadas ao passo que G. badium não possui perídio e apenas três camadas na parede. G. pellucidum e G. rubiforme apresenta glomerosporos compostos por duas camada na parede: a primeira camada de G. pellucidum é persistente, mucilaginosa e mais espessa, 8 – 12 μm,; já a segunda camada de G. rubiforme também é laminada, porém menos espessa, > 3,7 μm (MCGEE; TRAPPE, 2002; KHADE, 2008). Apesar do padrão em cor ser similar, é possível ainda assim distingui-los: G. cuneatum e G. pellucidum produzem glomerosporos ligeiramente mais escuros e G. rubiforme produz glomerosporos ligeiramente mais claros (MCGEE; TRAPPE, 2002; KHADE, 2008).

Espécie

Glomus convolutum Gerdermann & Trappe

Recapitulação histórica

Espécie descrita originalmente por Gerdemann e Trappe (1974) durante publicação da revisão da família Endogonaceae. A espécie foi coletada durante o período de junho a agosto em 1971, em condição hipógea, em área montanhosa da California, Whashington e Oregon e em floresta de coníferas e sobre troncos de madeira podre, o que leva a especulação de que a espécie pode desempenhar papel decompositor na natureza. Epíteto específico, do Latin, convolutus, faz referência a forma do glomerocarpo. Lâminas depositadas nos herbários da Universidade de Oregon, Oregon, EUA (OSC), holótipo e parátipo e Universidade de Michigan, Michigan, EUA (MICH), parátipo.

Status da revisão: análise compatível com descrição fornecida por Gerdemann e Trappe (1974).

Acesso(s) consultado(s)

Acesso: OSC #30985 (holótipo), OSC# 29279 (parátipo), MICH 134794 (isótipo) 152

Fornecedor: Universidade de Oregon, Oregon, EUA e Universidade de Michigan, Michigan, EUA. Dados gerais: Espécie coletada durante o período de junho a agosto de 1971, em áreas montanhosas e floresta de conífera nos EUA. Estruturas micorrízicas: desconhecidas. Posição filogenética: desconhecida.

Descrição

Espécie se desenvolve em glomerocarpos ochre (A20M10C10), irregulares a convolutos, 2,4 x 3,9 mm, recobertos parcialmente por perídio (gleba gimnocárpica) (Figura 46: A, B). Perídio prosenquimatoso, composto por hifas hialinas, finas, 1,3 μm em média, reativas ao Melzer, adquirindo tom vermelho alaranjado (A60M50C10) (figura

46: B). Glomerosporos hialinos a amarelo pálido (A30M00C00), frequentemente globosos, (52-) 114 x 115,4 (-170) μm, a subglobosos, (113,5-) 124 x 135,5 (-142) μm ou ocasionalmente elipsoides, (83,6-) 105,4 x 128 (-154,6) μm, compostos por uma única camada (Figura 46: C). Presença de peridiosporo recobrindo glomerosporos, pseudoparenquimatoso, hifas finas, 1 μm, se extendendo além da parede até 25 μm, reativo ao Melzer, adquirindo tom vermelho intenso, mais forte do que as hifas que compõem o perídio (A40M99C20). Parede do glomerosporo hialina a amarela pálida

(A30M00C00), laminada, espessa, 23 x 34,4 μm, composta por lâminas 1 – 1,7 μm cada. Reação em Melzer nos glomerosporos, vermelha alaranjada a vermelho intenso

(A40M50C30 – A40M99C20), com tendência a descoloração no transcorrer do tempo, no sentido de dentro para fora (―tendência centrífuga‖). Hifa de sustentação atingindo 15, 6 μm em diâmetro e até 30 μm em extensão, contínua em cor e composição com parede do glomerosporo, difícil de observar devido a forte adesão as hifas do peridiosporo (Figura 46: D – F). Canal 3,51 μm na base do glomerosporo, se expandindo até 7,8 μm. Septo não observado.

153

Figura 46: G. convolutum. A – Glomerocarpo com glomerosporo (Glo.); barra de escala = 10 μm. B – Perídio e peridiosporo (P e Pe.); PVLG; barra de escala = 100 μm. C - Peridiosporo (Pe.) e parede do glomerosporo (c1); PVLG; barra de escala = 20 μm; D – Perídio (P), peridiosporo (Pe.) e hifa de sustentação (hs); Melzer; barra de escala = 100 μm; E – Hifa de sustentação (hs); Melzer; barra de escala = 10 μm; F – Peridiosporo (Pe.) e hifa de sustentação (hs); Melzer; barra de escala = 40 μm.;

Comentários

Outras espécies que também formam glomerosporos com peridiosporo, no contexto das espécies glomerocárpicas, são G. mortonii, G. sinuosum e Glomus sp. nov., 154 descrita para área de Mata Atlântica, na presente tese (BENTIVENGA; HETRICK, 1991; GEDERMANN; BAKSHI, 1976). G. convolutum pode ser distinguido das demais espécies, em nível microscópico, pelo seu peridiosporo pseudoparenquimatoso, composto por finas hifas e sua parede composta unicamente por uma camada laminada e espessa, além da sua tendência a perder reação em Melzer no sentido do interior para o exterior do glomerosporo. Já em nível macroscópico, a espécie produz glomerocarpos marcadamente convolutos, em tom esbranquiçado a ochre. G. mortonii produz glomerosporos amarelo amarronzados, compostos por três camadas e compostos por hifas sinuosas e distintamente largas, assim como hifas de G. sinuosum (BENTIVENGA; HETRICK, 1991). Além disso, G. mortonii produz glomerocarpos discretos, compostos por poucos glomerosporos, contrastando com os densos glomerocarpos formados por G. convolutum (BENTIVENGA; HETRICK, 1991). G. sinuosum, por sua vez, forma macroestrutura globosa, com arranjo organizado radial ao longo de um plexo central (GEDERMANN; BAKSHI, 1976). Glomus sp. nov. assemelha-se a G. convolutum pela produção de glomerosporos hialinos a amarelo pálido, contendo peridiosporo. Todavia, Glomus sp. nov. apresenta duas camadas na composição de sua parede, das quais a camada laminada é relativamente mais espessa que G. convolutum. O peridiosporo de Glomus sp. nov. é prosenquimatoso, de difícil remoção mesmo quando submetido a testes com reagentes químicos agressivos e seus glomerosporos apresentam conteúdo citoplasmático caracteristico, granuloso, denso, descentralizado e amarelo, ao passo que G. convolutum apresenta conteúdo hialino a amarelo pálido, globular, escasso e descentralizado. Os glomerocarpos de G. convolutum apresentam glomerosporos proeminentes a superfície , de fácil remoção, ao passo que Glomus sp. nov. apresenta glomerosporos incrustrados e sua superfície, de difícil remoção.

Espécie

Glomus coremioides (Berk. & Broome) D. Redecker & J.B. Morton ≡ Sclerocystis clavispora Trappe ≡ Sclerocystis coremioides Berk. & Broome = Xenomyces ochraceus Ces. = Ackermannia dussii Pat. 155

= Ackermannia coccogena Pat.

Recapitulação histórica

S. coremioides foi descrita originalmente por Berkeley e Broome (1873), baseada em uma vaga descrição em Latin. Gerdemann e Trappe (1974), em revisão da família Endogonaceae, considerou a espécie na família, junto a S. dussii, S. coccogena e S. rubiforme (= G. rubiforme), questionando a escassez de dados para a separação dessas espécies do gênero Glomus – visto que, até o momento, a separação dos gêneros respaldaria-se basicamente sobre o arranjo radial organizado a partir de um plexo central exibido pelos glomerocarpos de Sclerocystis. Gerdemann e Trappe (1874) levantaram a hipótese de que a organização do glomerocarpo em Sclerocystis poderia ser um avanço dentro do gênero Glomus, porém a sinonimização dos gêneros naquela época não seria apropriado. Devido às similaridades entre ambos, os gêneros foram agrupados posteriormente na família Glomaceae (= Glomeraceae) (PIROZYNSKI; DALPÉ, 1989). Em revisão do gênero Sclerocystis, Almeida e Schenck (1990) verificaram um contínuo de caracteres morfológicos entre as espécies glomerocárpicas de Glomus, a exceção de S. coremioides, optado por manter apenas essa espécie no gênero e transferir as demais para Glomus. Posteriormente, Wu (1993) reverteu a classificação proposta por Almeida e Schenck (1990) com base em análise da biometria e ontogenia dos glomerosporos, retornando para a classificação concebida inicialmente por Gedermann e Trappe (1974). Os autores hipotetizaram que S. coremioides configurava um estágio intermediário junto a S. sinuosa e G. clavisporum em relação outras espécies glomerocárpicas de Glomus, e, portanto, não justificava sua posição isolada no gênero. Com base em análises moleculares de sequências da região 18S do rDNA nuclear, Redecker et al (2000) esclareceram que G. coremioides constitui um clado monofilético, filogeneticamente mais relacionado a S. sinuosa, incluindo também F. mosseae, R. intraradices e G. vesiculiferum. Epíteto, do Grego, korema = coremium e oides = similar, refere-se a aparência do glomerocarpum a um coremium do gênero Coremium Link. Localização do depósito do material tipo não identificado.

Status da revisão: análise compatível com descrição fornecida por Gerdemann e Trappe (1974).

156

Acesso(s) consultado(s):

Acesso: OSC #28579 (não tipo) Fornecedor: Oregon Herbarium, Corvallis, Oregon, EUA. Dados gerais: Espécie coletada em 11/01/1969 por Jim Trappe em casa de vegetação localizada na Oregon State University, EUA. Estruturas micorrízicas: Produção de vesículas registrada por Almeida & Schenck (1990), atingindo 340 x 77 μm, globosas quando jovens, se tornando obovoides, elipsoides a clavadas ou cilíndricas na maturidade, colapsando quando ressecadas. Posição filogenética: Forma um clado monofilético junto com S. sinuosa, F. mossea, R. intraradices e G. vesiculiferum com 100% de suporte em valor de boostrap para análise de Parcimônia, mediante análise de sequências da região 18S do rDNA nuclear (REDECKER et al., 2000). Outras topologias para árvore filogenética foram avaliadas e exibiram relações idênticas, com S. coremioides e S. sinuosa apresentando relação mais próxima.

Descrição

Massas de glomerocarpos brancos formados na superfície de matéria orgânica, similarmente ao observado por Goto et al. (2006) em áreas de Cacaueiro no Brasil. Assim como o material do Brasil, há recrescimento dos esporocarpos a partir do ápice de outros esporocarpos. Glomerosporos amarelos (A40M10C10) globosos (32,3–) 39,3 x 41,7 (–46,8) μm, subglobosos (37,13–) 39,6 x 445 (–44,33) μm, amplamente elipsoides (30,2–) 39,6 x 50,2 (–61,9) μm a alongados (27,9–) 35,8 – 55,3 (–64,4) μm (Figura 47 – A). Parede do glomerosporos constituída por uma camada laminada, 1,65 μm (Figura 47 – B, C). Hifa em conformidade com a cor do glomerosporos, reta, levemente afunilada, (25,5–) 31, 3 (–36) μm em comprimento (Figura 47 – B, C). A parede da hifa apresenta- se mais espessa na base, 2,3 em média, afunilando à medida que se extende, 1,1 μm em média, ao passo que o diâmetro da hifa exibe relação inversa, menos espesso na base, 7,5 μm em média, tornando-se mais largo a medida que a hifa se extende, 9,8 μm em média. O lúmen da hifa é geralmente aberto, ocasionalmente ocluído por um septo que se desenvolve a partir da evaginação da parede da hifa, distal em relação ao ponto de inserção. Septo 1,8 μm em largura e 1,13 μm em altura. Perídio atingindo 487 x 502 μm em extensão, composto por hifas largas, 5,16 μm, parede 0,6 μm (Figura 47 – B). 157

Reação em Melzer atingindo tom alaranjado (A40M30C10) no perídio, porém glomerosporos não reagem (Figura 47 – C, D).

Figura 47: G. coremoides. A – Glomerosporos imersos no perídio; PVLG; barra de escala = 30 μm. B – Parede do glomerosporos (p), hifa de sustentação (hs) e hifa do perídio; PVLG; barra de escala = 10 μm. C – Parede do glomerosporos (p) e hifa de sustentação (hs); Melzer; barra de escala = 10 μm. D – Reação intensa no peridiosporo; Melzer; barra de escala = 10 μm.

. Comentários

S. coremioides, junto a S. sinuosa, G. clavisporum, G. rubiforme e G. taiwanensis consistem nos representantes de espécies glomerocárpicas que, em geral, desenvolvem em uma camada hemisférica, formando uma ―cabeça‖ e uma ―haste‖ central (hifa do plexo central) (Almeida e Schenk, 1990). Os glomerosporos produzidos apresentam padrão de cor similar, variando de tons claros do amarelo a amarelo amarronzado. G. clavisporum, e G. taiwanensis produzem glomerosporos caracteristicamente clavados a cilíndricos, ao passo que as demais espécies produzem glomerosporos frequentemente subglobosos a elipsoides. Apenas S. coremioides e S. 158 sinuosa, espécies filogeneticamente mais relacionadas, apresentam apenas uma camada na parede do glomerosporo, laminada, e produzem glomerosporos de tamanho médio e glomerocarpos maiores em comparação as demais, recobertos por perídio (WU, 1993; REDECKER et al., 2000). Glomerocarpos produzidos por S. sinuosa não apresentam o arranjo hemisférico descrito por Almeida e Schenck (1990), com perídio demonstrando um arranjo sinuoso de suas hifas, ao passo que S. coremioides produz glomerocarpos hemisféricos, com hifa do plexo central conectando glomerosporos em aparência de colunas, bem organizadas. O presente material analisado apresenta glomerocarpos brancos (GOTO, observação pessoal). Em revisão do gênero, Almeida & Schenk registraram variação em cor do branco, amarelo dourado a amarronzado, podendo apresentar tons de vermelho para amostras oriundas da Florida, EUA e Ceará, Brasil. Wu (1993) descreveu glomerocarpos variando do marrom a amarelo amarronzado a partir de espécimes oriundas de Taiwan, rizosfera de Citrus sp., Bignonia sp., Colocasia formosanum e Asparagus officinalis. Goto e Maia (2006) reportaram a ocorrência de S. coremioides em área de Mata Atlântica e plantação de cacau adjacente na Bahia, formando glomerocarpos marrons, levemente esverdeados a marrom escuros ou marrons avermelhados. Neste caso, alguns exemplares apresentaram superfície branca, porém devido à proliferação de outros fungos (GOTO; MAIA, 2006). Possivelmente, tais variações ocorrem em função das condições edáficas da localidade, além da própria longevidade do material.

Espécie

Glomus fuegianum (Speg.) Trappe & Gerd.

≡ Endogone fuegiana Speg.

≡ Glomus fuegianus (Speg.) Trappe & Gerd.

Recapitulação histórica

Espécie descrita originalmente por Spegaazzini (1887) para Argentina, sendo revisada detalhamente por Thaxter (1922) e posteriormente transferida para o gênero Glomus por Gerdeman e Trappe (1974), em revisão da família Endogonaceae. Epíteto 159 específico, do Latin, fuegianum, faz referência a Tierra del Fuego. Local do depósito da série tipo não identificados.

Status da revisão: análise compatível com descrição fornecida por Thaxter (1922).

Acesso(s) consultado(s)

Acesso: DPP 2171 – 2173 (não tipo). Fornecedor: Departament of Plant Pathology, Szczecin, Polônia. Dados gerais: Acesso coletado em raízes de Juniperus communis, Kampinos National Park, Polônia. Estruturas micorrízicas: Forma micorriza com Acacia dealbata, Eucalyptus spp, Tristania conferta e Juniperus communis (BŁASZKOWSKI , 2012). Posição filogenética: desconhecida.

Descrição

Glomerocarpos não acessados. Espécie se desenvolve em pequenos clusters de 3 a 13 glomerosporos arranjados radialmente e intensamentes aderidos a partir de uma hifa de parede espessa ou forma glomerocarpos contendo 2 a 28 por estrutura, 0,03 – 0,06 x 0,04 x 0,07, com ou sem perídio, no solo ou sobre a superfície de diferentes partes vegetais no solo (BŁASZKOWSKI , 2012). Quando presente hialino, composto por hifas entrelaçadas, 3 μm. Glomerosporos amarelo amarronzado claro (A30M20C20), globosos (37,5-) 41,3 x 42, 2 (47,9) μm a subglobosos, (31-) 36,4 x 40,5 (-43,4) μm (Figura 48: A). Compostos por duas camadas: a primeira é hialina, evanescente, 2 – 4 μm, seguida por segunda camada (cor), laminada, 3,3 – 4,7 μm (Figura 48: A - D). Hifa do glomerosporos reta, cilíndrica ou em forma de funil, atingindo 7,7 μm em média em comprimento e 9 μm em média em diâmetro. Parede da hifa contínua quanto à cor e composição com parede do glomerosporos, 3,4 μm. Canal 1,4 μm, septo não observado. Não há reação em Melzer.

160

Figura 48: G. fuegianum. A – Primeira e segunda camada do glomerosporo (c1 e c2); PVLG; barra de escala = 10 μm. B – Primeira e segunda camada do glomerosporo (c1 e c2); PVLG; barra de escala = 10 μm. C – Primeira e segunda camada do glomerosporo (c1 e c2); PVLG; barra de escala = 20 μm. D – Primeira e segunda camada do glomerosporo (c1 e c2) e perídio (per.); PVLG; barra de escala = 10 μm.

Comentários

G. fuegianum apresenta composição de parede relativamente simples, composta por duas camadas, da qual a segunda é espessa, formados a partir de pequenos glomerocarpos, assim como G. rubiforme. Ambas espécies apresentam glomerosporos amarel pálido a amarelo amarronzado, variando de globosos a subgloboos, sobrepondo- se quanto as medidas do diâmetro total (THAXTER, 1922; KHADE, 2008). As dimensões das camadas também sobrepõem-se. G. rubiforme apresenta diâmetro da hifa maior, apesar de também sobrepo-se quanto as dimensões do diâmetro, reta, cilíndrica, funeliforme ou constricta na base. G. rubiforme contudo, não apresenta perídio circundando glomerosporos como em G. rubiforme (THAXTER, 1922; KHADE, 2008).

161

Espécie

Glomus glomerulatum Sieverd.

Recapitulação histórica

Espécie descrita originalmente por Siverding (1987), tendo sido coletada em solos próximos a rio em Vichada, Colômbia e posteriormente inoculado com Puerarua phaseoloides (Roxb.) Benth. Epíteto específico, do Latin, glomerulatum, faz referência a formação dos glomerosporos exclusivamente em compactos glomerocarpos. Material tipo depositado no herbário da Universidade de Göttingen, Alemanha, holótipo e no herbário de Oregon (OSC), EUA e Universidade Nacional da Colômbia (COL), Colômbia, isótipos.

Status da revisão: análise compatível com descrição fornecida por Siverding (1987).

Espécies consultadas

Acesso: OSC #46674 Fornecedor: Oregon Herbarium, Corvallis, Oregon, EUA. Dados gerais: espécie coletada em 06/01/1985 por Sieverding em Vichada, Colômbia, a partir de potes de cultura inoculados com solos não identificados próximos a Meta River e espécie vegetal P. phaseoloides (Roxb.) Benth. Estruturas micorrízicas: possui formação de micorriza com P. phaeoloides, porém não foi provida descrição das estruturas formadas (Sieverding, 1987). Posição filogenética: desconhecida.

Descrição

Glomerocarpos intactos não acessados, pois o material analisado encontra-se conservado em lâminas e via líquida. Foram verificadas porções da estrutura, com glomerosporos em agregados, contendo dezenas cada, distribuídos entre amareladas,

(A50M10C00) ramificadas e entrelaçadas, ocasionalmente septadas, 1,93 – 2,34 μm, porém sem constituir perídio. Glomerosporos frequentemente globosos (31,47-) 48,9 x 162

48,7 (54,7) μm, a ocasionalmente subglobosos (41,7-) 48,4 x 52,3 (-61,7) μm, amarelo alaranjado (A80M40C30) a marrom alaranjado (A80M60C50) (Figura 50 – A). São compostos por duas camadas em uma única parede: primeira camada laminada, amarela alaranjada (A80M40C30) a marrom alaranjada (A80M60C50), 7 μm em média e segunda camada flexível , hialina, < 1 μm, bem aderida a camada externa, e de difícil observação (Figura 49 – B, C). É comum observar dentre os glomerosporos que compõem os agregados, a presença de conteúdo citoplasmático escuro, circular, em seu interior, possivelmente devido ao efeito da pressão de sua espessa camada laminada sobre a camada mais interna. Tal característica, contudo, não é suficiente para distinção, apesar de fornecer indicativo da espécie, uma vez que é observada com frequência. Observa-se também, com frequência, a presença de duas hifas anexadas aos glomerosporos, devido ao seu padrão de formação intercalar descrito por Sieverding (1987) (Figura 49 – D). Hifa de sustentação reta ou levemente constricta, atingindo (20-) 30,7 (-47,5) μm em comprimento, 4 μm em média em diâmetro (Figura 50 – B, D). Parede da hifa ≅ 1,5 μm,, contínua a camada laminada do glomerosporos (Figura 49 – B, D). Canal 0,5 μm na base do glomerosporos, alargando à medida em que hifa se estende, atingindo 2 μm em espessura. Oclusão do conteúdo citoplasmático pela segunda camada do glomerosporo. Não há reação em Melzer.

163

Figura 49: G. glomerulatum. A – Agregados de G. glomerulatum; PVLG; barra de escala = 40 μm. B – Primeira e segunda camada (c1 e c2) e parede da hifa de sustentação; PVLG; barra de escala = 10 μm. C Primeira e segunda camada (c1 e c2); PVLG; barra de escala = 10 μm. D – Duas hifas anexadas ao glomerosporos e parede da hifa (p(hs)); Melzer; barra de escala = 10 μm.

Comentários

Todas as características observadas na presente análise estiveram em concordância ao reportado na descrição original por Siverding (1987). O desenvolvimento intercalar de G. aggregatum forma exclusivamente glomerocarpos, com glomerosporos formados por duas hifas anexadas devido ao seu padrão de desenvolvimento intercalar, no qual os glomerosporos dispõe-se arranjados em distâncias irregulares ao longo da hifa (Sieverding, 1987). Verifica-se também um padrão dicotômico na ramificação das hifas (Jobim, observação pessoal). Siverding (1987) descreveu a ocorrência do septo em diferentes arranjos, desde formado por por oclusão por lâmina da primeira camada ou pela própria segunda camada do glomerosporo. 164

Macroscopicamente, glomerocarpos de G. glomerulatum podem lembrar G. trufemii, que forma estruturas em padrão similar em cor e arranjo, sem perídio (GOTO et al., 2012). Todavia, G. trufemii apresenta glomerocarpos com dimensões maiores, (500) 850 x 780 (-1200) µm em relação as dimensões de (290-) 400 x 500 (-675) de G. glomerularum. Além disso, hifas do glomerocarpo de G. trufemii são hialinos enquanto G. glomerulatum apresentam hifas amareladas, com característico padrão de desenvolvimento intercalar dos glomerosporos (SIEVERDING, 1987; GOTO et al., 2012). Microscopicamente, glomerosporos de G. glomerulatum lembram o aspecto geral de R. microaggregatum, quanto a cor do glomerosporo, contínua a hifa e composição da parede, quando jovens, pois ambos possuem parede composta por duas camadas, a primeira laminada e a segunda flexível. Porém, quando R. microaggregatum atinge a maturidade, sua segunda camada torna-se unitária, além da primeira camada ser unitária ao invés de laminada e atingir menores dimensões em relação a G. glomerulatum, 0,5-1,2(-2) µm (KOSKE et al., 1986).

Espécie

Glomus herrerae Torres-Arias, Furrazola & B.T. Goto

Recapitulação histórica

Espécie descrita originalmente por Torres-Arias et al (2017), a partir de coletas realizadas em julho de 2009 na Floristic Managed Reserve, província de Pinar del Río Province, Cuba, sob duas condições de impacto ambiental: uma primeira área de Savana com baixa intensidade de distúrbios e segunda área em estágio de recuperação ambiental. Epíteto específico, herrerae, faz referência a Ricardo Herrerae, taxonomista que dedicou muitos anos ao estudo das micorrizas Arbusculares em Cuba e na América do Sul. Material depositado no herbário da Universidade Federal do Rio Grande do Norte (UFRN – Fungos), holótipo e herbário da Universidade Federal de Pernambuco (URM), isótipo.

Status da revisão: análise compatível com descrição fornecida por Torres-Arias et al. (2017). 165

Acesso(s) consultado(s)

Acesso: UFRN – Fungos 2800 (holótipo), URM 90070 (isótipo). Fornecedor: Universidade Federal do Rio Grande do Norte. Dados gerais: Acesso coletado em 15/07/2009 na Floristic Managed Reserve em Pinar del Río Province, Cuba. Estruturas micorrízicas: desconhecidas. Posição filogenética: desconhecida.

Descrição

Glomerosporos produzidos isoladamente ou em glomerocarpos 0,05 – 0,09 x

0,078 – 0,15 μm, marrom escuro (A40M40C80), contendo centenas a milhares de glomerosporos, sem perídio (Figura 50: A – B). Glomerosporos arranjados radialmente, formando vários agregados ao longo de um plexo central. Glomerosporos marrons alaranjados a marrom avermelhado escuro (A40M50C20 – A40M60C50), subglobosos, (82-) 110 x 140 (-210) μm, raramente globosos, 100 – 208 μm ou mesmo elípticos, 86,2 x 104,7 μm (Figura 50: C). Compostos por parede única com duas camadas (Figura 50: D). A primeira camada é hialina a levemente amarelada, evanescente, 0,3 – 0,8 μm, seguida por segunda camada marrom alaranjada a marrom avermelhado escuro, persistente, 12 – 28 μm. Hifa de sustentação reta, cilíndrica a levemente recurvada, algumas vezes apresentando-se duplamente (Figura 50: D - E). Cor da hifa contínua com segunda camada do glomerosporo, descolorindo-se ao longo de sua extensão. Parede da hifa contínua com camadas do glomerosporos, totalizando 2,7 – 6 μm (Figura 50: E). Canal 5 μm, com septo formado por segunda camada da parede do glomerosporos, 3, x 3,4 μm (Figura 50: F). Reação fraca em Melzer presente na segunda camada apenas em alguns glomerosporos jovens oriundos de culturas, que tendem a perde-la ao longo do tempo. 166

Figura 50: G. herrerae. A – Glomerocarpo; barra de escala = 2 mm. B – Glomerosporos no glomerocarpo (Glo.); barra de escala = 0,5 mm. C – Glomerosporos; Melzer; barra de escala = 200 μm. D – Primeira e segunda camada (c1 e c2) e hifa de sustentação (hs); PVLG; barra de escala = 20 μm; E – Primeira e segunda camada da hifa de sustentação (c1(hs) e c2(hs)); PVLG; barra de escala = 20 μm; F – Septo (s); PVLG; barra de escala = 20 μm.

Comentários

167

G. herrerae apresenta padrão de cor do glomerocarpo e glomerosporos bem como composição de parede similar a G. trufemii, com ambas espécies apresentando glomerocarpos de grandes dimensões, negros, variando entre 0,05 – 0,15 cm, produzindo glomerosporos compostos por camada hialina a levemente amarelada, evanescente, fina, seguida por camada pigmentada, laminada e espessa (GOTO et al., 2012). Todavia, glomerosporos de G. trufemii atingem dimensões máximas maiores que G. herrerae quanto aos glomerosporos (até 210 μm) e segunda camada e diâmetro da hifa com maior espessura (ambas atingindo até 30 μm) (GOTO et al., 2012). Além disso, G. trufemii não apresenta reação em Melzer na segunda camada, conforme apresentado por G. herrerae. A avaliação biométrica e a presença da reação em Melzer, portanto, é de grande auxílio na distinção das duas espécies, mas para sua detecção é necessário avaliar uma amostragem representativa de glomerosporos a fim de garantir a observação tanto da presença da reação quanto da abrangência da variação biométrica. Ademais, G. herrerae pode apresentar, ocasionalmente, duas hifas anexadas aos glomerosporos. G. herrerae, assim como G. trufemii, fazem parte de um conjunto de espécies que desenvolvem glomerocarpos de grandes dimensões e coloração escura, tais como G. ambisporum, G. fuegianum e G. heterosporum (SMITH; SCHENCK, 1985; SPEGAZZINI, 1887). Microscopicamente, contudo, tais espécies podem ser diferenciadas por atributos marcantes. G. ambisporum e G. heterosporum, por exemplo, produzem segundo morfotipo hialino, enquanto G. herrerae apresenta único morfotipo, além de diferir em aspectos da composição da parede: G. ambisporum possui três camadas na parede do glomerosporos e G. heterosporum possui segunda camada da parede relativamente menor em relação a G. herrerae (3 – 10 μm) (SMITH; SCHENCK, 1985). G. fuegianum, por sua vez, apresenta uma terceira camada na composição da parede, em oposição às duas camadas presentes em G. herrerae (SPEGAZZINI, 1887).

Espécie

Glomus heterosporum G.S. Sm. & N.C. Schenck

Recapitulação histórica 168

Espécie descrita originalmente por Smith e Schenck (1985). Trata-se do primeiro caso de representante do gênero Glomus que apresenta dimorfismo: a espécie produz glomerosporos pigmentados em agregados compactos e glomerosporos hialinos, em agregados frouxos, dentro de raízes. G. heterosporum foi coletada inicialmente a partir de solo associado com raízes de soja (Glycine max (L.) Merril) próxima de Live Oak, Florida, EUA e de gramíneas na Agronomy Farm, University of Florida, Gainesville, formando micorriza arbuscular com culturas de Paspalum notatum Flugge, Liquidambar styraciflua L. e Gossypium hirsutum L.. Os agregados foram obtidos após o período de 24 meses de implementação das culturas, a exceção de P. notatum, em que foram obtidos entre 4 a 8 meses. O segundo morfotipo, de glomerosporos hialinos, foram encontrados dentro de raízes e se desenvolveram após quatro meses e depois disso, concomitantemente com o morfotipo pigmentado. Epíteto específico, do Grego, hetero = diferente e sporum = esporo, faz referência à natureza dimórfica do fungo. Material tipo depositado no herbário da Universidade de Oregon, EUA, holótipo e Florida Museu of Natural History (FLAS), Flórida, EUA e Harvard University (FH), Massachusetts, EUA, isótipos.

Status da revisão: análise compatível com descrição fornecida por Smith e Schenck (1985).

Acesso(s) consultado(s)

Acesso: OSC #44288 (holótipo) Fornecedor: Oregon Herbarium, Corvallis, Oregon, EUA. Dados gerais: Espécie coletada em 1979 (dia e mês não informados), inicialmente em raízes de soja e posteriormente em culturas de P. notatum, L. styraciflua e G. hirsutum. Estruturas micorrízicas: Smith e Schenck (1985) registraram a formação de micorriza arbuscular com culturas de P. notatum, L. styraciflua e G. hirsutum, porém não forneceram descrição das estruturas. Posição filogenética: desconhecida. Sequências disponíveis no Genbank das regiões 18S, rRNA, para espécime da Namíbia e Filipinas e ITS e 5.8S, rRNA para espécie da Namíbia (UHLMANN et al, 2004, OBA et al., dados não publicados).

169

Descrição

Não foi acessada amostra dos glomerocarpo: o material recebido encontra-se preservado em lâminas em via úmida, esta última provavelmente leva a desagregação da estrutura macroscópica, tendo sido possível montar lâminas apenas com pequenos agregados. A espécie produz glomerosporos de dois tipos. O primeiro tipo forma agregados frouxos, 390 x 445 μm, sem perídio, composto por cerca de 15 glomerosporos cada. Perídio ausente. Glomerosporos variam do marrom claro

(A70M50C40) ao marrom alaranjado (A70M70C40), globosos (52,9–) 94,8 x 101,6 (–129,6) μm a subglobosos (50,9–) 74,5 x 81,8 (–120,8) μm a raramente elipsoides (53,2–) 8-,3 x 100 (–142,3) μm, compostos por duas camadas na parede (Figura 51 – A). A primeira camada é evanescente, hialina, 1,5 μm, se perdendo com a maturidade (Figura 52 – B).

A segunda camada é laminada, marrom alaranjada (A70M70C40), 6 μm em média (Figura 51 – B). Ambas as camadas são contínuas com a hifa de sustentação, levemente mais clara que a parede do glomerosporos, amarelo amarronzado (A90M50C30), reta e espessa 4,4 μm, com parede equivalente a 2,2 μm em espessura (Figura 51 – C). Frequentemente observam-se duas hifas. O canal atinge 5 μm em média em espessura, septo não observado. Não há reação em Melzer. O segundo morfotipo produz glomerosporos frouxamente agrupados, hialinos, globosos 23,4 x 24,7 μm a elipsoides 18,9 x 22,6 μm (Figura 51 – D). Originalmente, foram descritos como compostos por quatro finas camadas, contínuas com a hifa de sustentação, contudo, na presente análise, só foi possível verificar duas camadas na parede: uma camada membranosa, 0,5 μm, seguida por camada unitária, 0,5 μm, não tendo sido registrada, portanto, a primeira camada evanescente descrita por Smith & Schenk (1985). Hifa 2,8 μm em média em diâmetro e (5,3–) 11,2 (–21,6) μm em comprimento, com canal atingindo 2 μm em largura. Também não há reação em Melzer.

170

Figura 51: G. heterosporum. A – Glomerosporos do primeiro morfotipo, Plexo central (pc); PVLG; barra de escala = 10 μm. B – Primeira e segunda camada (c1 e c2); PVLG; barra de escala = 10 μm. C – Hifa de sustentação (hs) e presença de septo (s); PVLG; barra de escala = 10 μm. D – Glomerosporos do segundo morfotipo; primeira e segunda camada (c1 e c2; PVLG; barra de escala = 10 μm.

Comentários

A presente análise foi compatível com o descrito originalmente por Smith e Schenck (1985) para o acesso OSC #44288, a exceção das dimensões limites, padrão de forma dos glomerosporos e coposição da parede do segundo morfotipo. Nesta revisão foram encontrados valores situados entre aproximadamente 120 – 150 em diâmetro máximo para primeiro morfotipo e 25 – 30 μm para segundo morfotipo, em relação a valores máximos de 206 μm e 102 μm para primeiro e segundo morfotipos, respectivamente, registrados previamente. A maioria dos glomerosporos avaliados exibiu forma globosa, ao invés de maior frequência de glomerosporos obovoides a elipsoides e, ocasionalmente, globosos, descrita por Smith e Schenck (1985). Não foi verificada presença da primeira camada descrita pelos autores. Contudo, os glomerosporos do segundo morfotipo demonstraram aparência frágil, e possivelmente, 171 seu estado de conservação, pressão aplicada sobre a preparação das lâminas somadas a natureza efêmera da primeira camada podem ter culminado para sua não observação. Na própria descrição original, Smith e Schenck (1985) relatam a possibilidade da ausência da primeira camada e a difícil detecção da terceira camada. G. heterosporum representa, junto a G. ambisporum, as primeiras espécies esporocárpicas do filo Glomeromycota descritas com dois morfotipos produzidos pela mesma espécie (SMITH; SCHENCK, 1985). Originalmente encontradas com um espaçamento de apenas 10 km de distância, ambas as espécies produzem glomerocarpos, marrom escuros a negros, sem perídio, desenvolvendo glomerosporos de forma assíncronica, podendo também desenvolver glomerosporos em agregados ao redor ou no interior de raízes de plantas. Todavia, as espécies se diferenciam na composição da parede de seus glomerosporos e aspectos da hifa de sustentação. O primeiro morfotipo de G. ambisporum apresenta três camadas em sua parede, a primeira evanescente e ocasionalmente reticulada, seguida por camadas laminada e membranosa, ao passo que G. heterosporum apresenta apenas duas camadas, evanescente e não reticulada, seguida por camada laminada. Já o segundo morfotipo de G. ambisporum apresenta três camadas, evanescente, laminada e unitária ou, frequentemente, dado a natureza efêmera da primeira, apenas duas camadas. G. heterosporum apresenta três camadas em eu segundo morfotipo: evanescente, membranosa e unitária, sendo a primeira e terceira de difícil detecção. Além disso, G. heterosporum apresenta, frequentemente, mais de uma hifa anexada ao glomerosporos, em taxa descrita por Smith e Schenck (1985) de 43:15:1 para uma, duas a três hifas anexadas, enquanto G. ambisporum apresenta apenas raramente duas hifas anexadas. G. heterosporum lembra G. rubiforme quando aspectos de sua ontogenia, particularmente, seu arranjo a partir de um plexo central de hifas. Porém, a baixa complexidade quanto agregação dos glomerosporos (GOTO, 2009), e desenvolvimento assíncronico com sua natureza dimórfica dos glomerosporos, anexados a múltiplas hifas, contrastam com o padrão de desenvolvimento dessa espécie, que formam arranjos compactos, morfotipo único e apenas uma hifa anexada aos glomerosporos.

Espécie

Glomus macrocarpum Tul. & C. Tul. 172

≡ Glomus macrocarpus Tul. & C. Tul. ≡ Endogone macrocarpa (Tul. & C. Tul.) Tul. & C. Tul. ≡ Endogone macrocarpa var. macrocarpa = Paurocotylis fulva var. zaelandica Cooke = Paurocotylis fulva var. zealandica Cooke = Endogone pampaloniana Bacc. = Endogone guttulata E. Fisch. = Endogone nuda Petch

Recapitulação histórica

Espécie descrita originalmente por Tulasne e Tulasne (1844), a partir de amostra coletada na França. G. macrocarpum e G. microcarpum representam primeiras espécies do filo Glomeromycota e primeiras espécies esporocárpicas descritas (TULASNE; TULASNE, 1844). Maiores detalhes acerca da morfologia da espécie foram providenciados posteriormente por Tulasne e Tulasne (1851), porém, ainda com lacunas. Considerando a alta variabilidade de espécimes descritos como G. macrocarpum, Berch e Fortin (1983) propuseram um lectótipo para a espécie, a fim delimitar mais precisamente os aspectos diagnósticos e fornecendo um material físico de base a disposição da comunidade científica para análise. Epíteto específico, do Latin, faz referência aos grandes glomerocarpos formados pela espécie. Material depositado no Muséum National d'Histoire Naturelle (PC), Paris, França, lectótipo.

Status da revisão: análise compatível com descrição fornecida por Berch e Fortin (1983).

Acesso(s) consultado(s)

Acesso: OSC #34831 (não tipo), OSC #34821 (não tipo), UFRN – Fungos 3281 (não tipo). Fornecedor: Oregon Herbarium, Oregon, EUA e Universidade Federal do Rio Grande do Norte, Rio Grande do Norte, Brasil. 173

Dados gerais: Acesso OSC #34831 e OSC #34821 coletado em Benton County, Oregon, EUA, em 18/10/1974 em Sequoia gigantea; acesso UFRN – Fungos 3281 coletado em Audelange, França, em 18/01/2003. Estruturas micorrízicas: desconhecida. Posição filogenética: desconhecida.

Descrição

Glomerocarpos elipsóides, 4 x 3 mm, sem perídio (Goto, observação pessoal).

Glomerosporos hialinos a amarelo (A80M00C10), globosos, (157,4-) 172,5 (-189) μm, compostos por duas camadas na parede (Figura 52: A – C). A primeira camada é hialina, evanescente, 2,5 – 7,7 μm, usualmente ausente ou deteriorada, reativa ao Melzer

(Figura 52: B). Segunda camada amarela, (A80M00C10), espessa, 9,2 μm, adquirindo reação leve em Melzer, vermelha alaranjada (A80M60C40). Hifa de sustentação reta, 18,54 μm em diâmetro, 44,5 μm em comprimento, contínua a parede do glomerosporo, com parede 8,3 μm (Figura 52: D). Canal 5,1 μm. Septo, quando presente, composto por lâmina mais interna da segunda camada. Conteúdo citoplasmático hialino, denso, granuloso, descentralizado.

174

Figura 52: G. macrocarpum. A – Glomerosporos; Melzer; barra de escala = 10 μm. B – Primeira e segunda camada na parede do glomerosporo (c1 e c2 ), e hifa de sustentação; Melzer; barra de escala = 10 μm. C – Primeira e segunda camada na parede do glomerosporo (c1 e c2 ); Melzer; barra de escala = 10 μm. D – Primeira e segunda camada da hifa de sustentação (c1(hs), c2(hs) e c3(hs)); Melzer; barra de escala = 10 μm.

Comentários

Outras espécies do gênero que formam glomerosporos compostos por duas camadas na parede, das quais a primeira é evanescente e segunda laminada são G. atrouva, G. australe e G. microcarpum (BERCH; FORTIN, 1985; TULASNE; TULASNE, 1944; MCGEE; TRAPPE, 2002). G. atrova e G. australe formam formam apenas glomerocarpos, sem perídio e com perídio, respectivamente (BERCH; FORTIN, 1985; MCGEE; TRAPPE, 2002). Além disso, G. atrouva produz glomerosporos marrons, cuja camada laminada é significativamente mais espessa que G. macrocarpum, com dimensões mínimas superiores as dimensões máximas da camada laminada de G. macrocarum (MCGEE; TRAPPE, 2002). Já G. australe produz glomerosporos amarelados a marrons, com 175 apresenta camada laminada mais espessa bem como hifa de sustentação mais larga e observa-se frequentemente a presença de glomerosporos abortados, hialinos a amarelo claro dispersos pelas hifas que compõem a gleba (BERCH; FORTIN, 1985; MCGEE; TRAPPE, 2002). Em relação a G. microcarpum, diferencia-se claramente pela apresenta reação na primeira camada, flexível, enquanto G. microcarpum apresenta reação na segunda camada, além das dimensões do diâmetro dos glomerosporos e glomerocarpos (BERCH; FORTIN, 1983, 1984).

Espécie

Glomus melanosporum Gerd. & Trappe

Recapitulação histórica

Espécie descrita originalmente por Gedermann e Trappe (1974), coletada solitariamente em solo próximo a espécie vegetal Abies amabilis Parl. herbáceas, em 26/06/1965, em condição hipógea, no Willamette National Forest, Tombstone Pass, Oregon, EUA. Foi registrado por Gerdemann e Trappe (1974) a presença de látex exudado pelas superfícies recém cortadas de amostras frescas dos glomerocarpos, característica não conhecida para nenhuma outra espécie glomerocárpicas. Epíteto específico, do grego, melanosporus, faz referência à pigmentação muito escura dos glomerosporos que conferem aspecto negro a gleba. Material tipo depositado no herbário de Oregon (OSC), Oregon, EUA, holótipo.

Status da revisão: análise compatível com descrição fornecida por Gerdemann e Trappe (1974).

Espécies consultadas

Acesso: OSC #59915 (tipo), OSC #13847 (não tipo) e OSC #14923 (não tipo). Fornecedor: Oregon Herbarium, Corvallis, Oregon, EUA. Dados gerais: OSC #59915: espécie coletada em 26/06/1965 por Jim Trappe, mantida em pradaria no Willamette National Forest, Oregon, EUA, próximo à vegetação 176 rasteira; OSC #131847: espécie coletada por L.H. Tiffany e Rosane Healy em 12/07/2004, na Mann Wilderness Area State Preserve, Iowa, EUA; OSC #146923: espécie coletada por Steve Smith em 08/06/1972 na California, EUA, em trato digestivo de roedor (Eutamias sonomae Grinnel, 1975) Estruturas micorrízicas: Não conhecidas. Posição filogenética: desconhecida. A espécie possui sequência depositada no Genbank da região 18S rRNA, ITS 1, 5.8S rRNA, ITS 2 e 28S rRNA para amostra coletada na Itália (OSMUNDSON et al., 2013).

Descrição

O material se encontra em estado comprometido de conservação: glomerocarpos intactos, porém com hifas advindas da proliferação de outros fungos e glomerosporos em maioria ressecados, dificultando a visualização das estruturas. Glomerocarpos marrom escuro a negros (N80M60C50 – N80M80C70), irregular, 0,7 x 0,8 x 0,5 cm, recoberto parcialmente por um perídio denso, de cor marrom escura a negra, contínua a gleba (N80M60C50 – N80M80C70) (Figura 53 – A, B). Hifas do perídio 5,7 μm em espessura, entrelaçadas. Os glomerosporos se encontram randomicamente distribuídos pela superfície do glomerocarpo, sejam imersos na matriz de hifas da gleba, com aparência de ―câmara‖ contendo glomerosporos ou proeminentemente expostos na superfície. Glomerosporos marrons escuros (N80M90C50) a negros (N80M99C99), subglobosos (171-) 198,6 x 223, 6 (-259,6) μm a elipsoides 189, x 231 μm, ocasionalmente globosos, 205 x 210,68 a amplamente elipsoides, 162,2 x 252,8) μm (Figura 53 – C, D, E). Observa-se a presença de glomerosporos com coloração amarelo amarronzado (A70M50C50), estando esses distribuídos mais internamente na gleba e provavelmente, constituindo um estágio mais jovem, conforme comentado previamente pro Gerdemann & Trappe (1974) (Figura 53 – F). Presença de apenas uma camada, cor marrom escura a negra, contínua a gleba (N80M60C50 – N80M80C70), laminada, não foi possível aferir suas dimensões devido ao estado de conservação dos glomerosporos e pigmentação demasiadamente escura, contínua com a hifa de sustentação, (12,3-) 17,4 (-29,1) μm em diâmetro, (44-) 79 (-121,8) μm em comprimento e parede 5,9 μm, suavemente mais clara que a parede do glomerosporos (A99M90C50) (Figura 53 – E). Canal largo, 16,8 μm. Não há reação em Melzer.

177

Figura 53: G. melanosporum. A – Glomerocarpo de G. melanosporum; barra de escala = 0,2 cm. B – Detalhe dos glomerosporos distribuídos pelo glomerocarpo; barra de escala = 0,05 cm. C – Glomerosporos; PVLG; barra de escala = 100 μm. D – Parede do glomerosporos (p); Melzer; barra de escala = 50 μm; E – Hifa de sustentação (hs); Melzer; barra de escala = 50 μm F – Glomerosporos sem pigmentação encontrados no glomerocarpo; PVLG; barra de escala = 30 μm.

178

Comentários

G. melanosporum possui características que lhe difere notavelmente de outras espécies que formam glomerocarpos: sua gleba negra contendo glomerosporos acentuadamente negros na superfície para glomerosporos mais claros no interior, isso é, possui desenvolvimento estratificado ao invés de assíncronico, como descrito para G. ambisporum e G. heterosporum. Além disso, consta a presença de exudato de látex quando se realizam cortes na superfícies de espécimes frescas coletadas, característica descrita por Gerdemann & Trappe (1974), comum em espécies de Basidiomycota. Contudo, para essa última característica, seria imprescindível a realização de novas buscas por espécimes frescas e/ou manutenção em culturas para observar se essa característica se mantém fixa entre amostras de diferentes localidades. Outras espécies que formam glomerocarpos negros são G. cuneatum, G. pellucidum e G. tenebrosum. G. tenebrosum apresenta variação em dimensões similares a G. melanosporum, (200-) 240 (-270) x (205-) 230 (-270) µm (BERCH; FORTIN, 1983), variando seus glomerosporos em tons de amarelo a marrom escuro. Porém, G. melanosporum apresenta glomerosporos mais claros em estágio aparentemente imaturo no interior do glomerocarpo, bem como única camada laminada na parede do glomerosporos, menos espessa do que G. melanosporum, que apresenta camada laminada, (13-)18(-26) µm, seguida, ocasionalmente, por camada hialina evanescente. G. cuneatum e G. pellucidum consistem em outras espécies que formam glomerocarpos com produção de glomerosporos negros. G. cuneatum diferencia-se bruscamente, porém, por sua única camada laminada, 8 – 12 µm, que se diferencia a partir da porção mais externa, entre 3 – 6 µm em uma zona hialina, conferindo-lhe a impressão de um halo ao seu entorno. Seus glomerosporos variam de globosos a ovoides, clavados ou irregulares, em oposição aos glomerosporos frequentemente subglobosos a ovoides e elipsoides de G. melanosporum. Adicionalmente, seu glomerocarpo apresenta conformação em segmentos cuneados/ cuneiformes, com glomerosporos arranjados na região superficial dos segmentos, um arranjo exclusivo dentro das espécies que formam glomerocarpos. Tal como G. melanosporum, foi registrada a liberação de exudato em cortes de glomerocarpo, ou quando porções são ingeridas por insetos (MCGEE; TRAPPE, 2002). G. pellucidum, por usa vez, também 179 apresenta glomerosporos variando de ovoides, clavados a irregulares, atingindo dimensões menores, 70 x 70 - 120 x 180 μm, contendo, infrequentemente, uma camada hialina além de camada laminada, e superfície do glomerosporos podendo apresentar ornamentação com tubérculos (MCGEE; TRAPPE, 2002).

Espécie

Glomus mortonii Bentiv. & Hetrick

Recapitulação histórica

Espécie descrita originalmente por Bentivenga e Hetrick (1989) a partir de coleta realizada no Konza Prairie Research Natural Area (KPRNA), EUA, entre a rizosfera de Andropogon gerardii Vitm. e Sorghastrum nutans (L.) Nash. Epíteto específico homenageia o pesquisador Sr. Joseph B . Morton. Material tipo depositado no Oregon Herbarium (OSC), Oregon, EUA, holótipo e coleção pessoal de Bentivenga.

Status da revisão: análise compatível com descrição fornecida por Bentivenga e Hetrick (1991).

Acesso(s) consultado(s):

Acesso: OSC #49460 (holótipo). Fornecedor: Oregon Herbarium, Corvallis, Oregon, EUA. Dados gerais: Acesso coletado em 01/01/1989 em vegetação nativa no Kansas, EUA. Estruturas micorrízicas: desconhecidas. Posição filogenética: desconhecida.

Descrição

A espécie forma agregados, compostos por poucos glomerosporos. O material disponibilizado encontra-se em estado de conservação precário, não sendo possível 180 observar glomerosporos intactos, porém é possível averiguar suas características diagnósticas. Glomerosporos marrom claros (A40M50C50), subglobosos, 166,7 x 189,3 μm. Parede composta por três camadas: primeira camada hialina, evanescente, 1,6 μm, dificilmente observável; seguida por uma camada hialina, laminada, (0,8-) 2,3 (-5,6) μm e camada laminada, marrom clara (A40M50C50), (0,6-) 1,2 (2,2) μm (Figura 54: A – C). Peridiosporo envolvendo individualmente glomerosporos (Figura 54: B). Hifa do peridiosporo hialina a levemente amarelo amarronzado, extensa e larga, atingindo 17,2 μm em média em comprimento e 2 μm em média em largura, sinuosas a levemente contorcidas, formando uma rede prosenquimatosa. Hifa de sustentação de cor contínua a parede do glomerosporos, porém tendendo a descoloração completa, reta a recurvada, 28,2 – 35,4 μm em comprimento a 4,4 μm em diâmetro, inflada na base, 9,5 μm, parede 2,9 – 7,6 μm na base, estreitando-se para 1,4 – 4,1 μm ao longo do comprimento, contínua com a composição da parede do glomerosporo (Figura 54: D). Canal 5,4 μm na base a a 2,2 distanciam-se da base, septo não observado. Não foi observada reação em Melzer, a despeito do registrado em descrição original por Bentivenga e Hetrick (1991).

181

Figura 54: G. mortonii. A – Primeira e segunda camada do glomerosporo (c1 e c2); Melzer; barra de escala = 40 μm. B – Primeira, segunda e terceira camada do glomerosporo (c1, c2 e c3) e peridiosporo (per.); PVLG; barra de escala = 10 μm. C – Primeira, segunda e terceira camada do glomerosporo (c1, c2 e c3); PVLG; barra de escala = 10 μm. D – Primeira e segunda camada da hifa de sustentação (c1(hs) e c2(hs)); PVLG; barra de escala = 10 μm.

Comentários

No contexto das espécies do gênero Glomus, G. mortonii, junto a G. convolutum e G. sinuosum representam as espécies que possuem peridiosporo. Cada espécie, porém, apresenta características marcadamente distintas. Microscopicamente, G. mortonii e G. sinuosum apresentam glomerosporos amarelo amarronzados a marrom (GEDERMANN; BAKSHI, 1976; GERDEMANN; TRAPPE, 1974). G. sinuosum possui peridiosporo composto por hifas de diâmetro largo, máximo = 8,2 μm, prosenquimatosas e sinuosas, enquanto G. mortonii apresenta peridiosporo hialino a levemente pigmentado, amarelo amarronzado, e consideravelmente menos espesso em diâmetro, 2 μm (GEDERMANN; BAKSHI, 1976). G. sinuosum também conta com presença de apenas uma única camada laminada e pigmentada na parede do glomerosporos, 2,7 μm, enquanto G. mortonii por sua vez, apresenta duas camadas hialinas, evanescentes e um camada laminada, de dimensões sobrepostas à camada de G. sinuosum, na composição de sua parede (GERDEMANN; TRAPPE, 1974). G. sinuosum também apresenta padrão de forma caracteristicamente obovoide a elíptico e glomerosporos menores, (máximo – 83 x 118 μm), enquanto G. mortonii apresenta com mais frequência glomerosporos globosos a subglobosos, relativamente maiores (máximo = 210 x 275 μm) (GEDERMANN; BAKSHI, 1976). Macroscopicamente, ainda, as espécies diferenciam-se com grande distância, com G. mortonii formando glomerocarpos com distribuição randômica e desenvolvimento assincrônico, enquanto G. sinuosum apresenta agregados em arranjo radial em torno de uma hifa do plexo central, recoberta por um perídio, com produção de algumas vesículas (GEDERMANN; BAKSHI, 1976). G. convolutum apresenta peridiosporo parenquimatoso, denso, hialino, composto por hifas de parede fina (1 – 1,5 μm) (JOBIM, observação pessoal). Seus glomerosporos são menores que G. mortonii, hialinos a levemente amarelados, a exceção quando submetidos a reagente de Melzer, quando adquirem tom laranja amarronzado escuro. Além disso, diferencia-se acentuadamente quanto à natureza macroscópica, 182 desenvolvendo glomerocarpos muito lobados e convolutos (GERDEMANN; TRAPPE, 1974).

Espécie

Glomus rubiforme (Gerd. & Trappe) R.T. Almeida & N.C. Schenck ≡ Sclerocystis rubiformis Gerd. & Trappe = Sclerocystis indica Bhattacharjee & Mukerji

Recapitulação histórica

G. rubiforme foi encontrado em Oregon e Washington, EUA, em variadas localidades, que incluíram desde áreas de altitude, pomares, solos secos, árvores no campus universitário em Oregon, áreas de dunas marítimas e solo de pote de cultura de Philodendron sp. (Gerdemann e Trappe, 1974). Além disso, a espécie também foi reportada para Nova Zelândia, Inglaterra e país de Gales (Mosse e Bowen, 1968). Espécie descrita originalmente por Gerdemann e Trappe (1974) no gênero Sclerocystis, pertencente na época à família Endogonaceae. Pirozynski e Dalpé (1989) propuseram a criação da família Glomaceae (= Glomeraceae), comportando os gêneros Glomus e Sclerocystis. Posteriormente, Almeida e Schenck (1990), em revisão morfológica de Sclerocystis, transferiram a espécie para o gênero Glomus, classificação revertida por Wu (1993), que optou por retornar a sistemática proposta originalmente por Gerdemann e Trappe, considerando G. rubiforme no gênero Sclerocystis. Em revisão das espécies com desenvolvimento glomoide, Oehl et al. (2011) realocaram a espécie para sua posição atual no gênero Glomus, propondo-lhe uma emenda na qual incluem-se no gênero glomerosporos formados isoladamente no solo, em clusters ou em compactos glomerocarpos, com ou sem perídio, não organizados ou organizados ao redor de um plexo central. Nesse contexto, G. coremioides pertence ao clado Ab3, representado por espécies que formam glomerocarpos organizados ao longo de um plexo central, com hifa de sustentação com coloração contínua a parede do glomerosporos, cilíndrica, em forma de funil ou ―bill-shaped‖, poro introvertido em relação a parede do glomerosporo, espessa (OEHL et al., 2011).. Epíteto específico, do Latin, rubiformis, referindo-se a 183 aparência que lembra uma miniatura da fruta Rubus (amora). Material tipo e parátipos depositados no Herbário de Oregon, EUA, holótipo.

Status da revisão: análise compatível com descrição fornecida por Gerdemann & Trappe (1974).

Acesso(s) consultado(s)

Acesso: OSC #28737 (holótipo). Fornecedor: Oregon Herbarium, Corvallis, Oregon, EUA. Dados gerais: acesso coletado em 01/08/1969 em variadas localidades no EUA. Estruturas micorrízicas: desconhecidas. Posição filogenética: desconhecida.

Descrição

Glomerocarpos marrom alaranjado a marrom escuro (A70M60C50 – A70M90C99), 365,45 – 380,24 μm, contendo cerca de 10 -40 glomerosporos cada, arranjados em disposição radial em torno de um plexo central de hifa (Figura 55 – A). Não há perídio.

Glomerosporos marrom alaranjado (A70M60C50), frequentemente elipsoides (38,6-) 62 x 87 (-109,7) μm, ocasionalmente subglobosos (71,5-) 75,8 – 82,7 (-87,7) μm a globosos (56-) 70,5 x 73,4 (-88,9) μm (Figura 55 – A, B). Compostos por uma parede com duas camadas: a primeira camada é evanescente, hialina, 0,4 – 1,5 μm, seguida por uma camada laminada, marrom alaranjada (A70M60C50), (4,6-) 5,8 (-7,3) μm (Figura 55 – B, C). Observam-se presença de perfurações, casualmente, nessa camada, conforme reportado na descrição original (Gerdemann e Trappe, 1974). Hifa reta, levemente descolorindo em relação à parede do glomerosporos, marrom amarelado (A70M50C50), 27,7 μm em média em comprimento, 10 μm em média em diâmetro (Figura 55 – D). Hifas altamente ramificadas, com formação de uma rede entrelaçada, que recobre alguns glomerosporos, porém não chega a formar um perídio bem definido. Parede da hifa 6,34 μm, contínua com parede do glomerosporos. Canal 1,3 μm com septo 3,24 μm em largura.

184

Figura 55: G. rubiforme. A – Glomerocarpo; Melzer; barra de escala = 100 μm. B – Primeira camada (c1); Melzer; barra de escala = 10 μm. C – Primeira e segunda camada (c1 e c2); Melzer; barra de escala = 10 μm. D – Primeira e segunda camada (c1 e c2) e hifa de sustentação (hs); Melzer; barra de escala = 10 μm.

Comentários

Dentre as espécies descritas originalmente no gênero Sclerocystis, G. rubiforme é a espécie que forma glomerosporos com menores dimensões (< 300 μm ) (WU, 1993). G. clavisporum e G. taiwanensis, similar a G. rubiforme, também desenvolvem glomerosporos com duas camadas na parede, porém G. clavisporum apresentam dimensões muito maiores (>800 μm) e assim como G. taiwanensis, são formadas a partir de mais de uma hifa do plexo central, arranjadas paralelamente, em oposição a G. rubiforme, orientado a partir de uma única hifa e arranjado radialmente (WU, 1993).

Espécie Glomus segmentatum Trappe, Spooner & Ivory 185

Recapitulação histórica

Espécie descrita originalmente por Trappe (1979), a partir de amostra coletada em Belize. G. segmentatum possui uma conformação de seu glomerocarpo exclusiva dentre as espécies que formam glomerocarpos: corpo de frutificação formado pela fusão de 8 a 16 segmentos poliédricos, interconectados por uma hifa basal. Posteriormente, durante expedições realizadas no município de La Palma, Cuba, a espécie foi encontrada pela segunda vez, tendo sido publicado seu segundo registro global e redescrição, incrementando dados taxonômicos (FURRAZOLA et al, 2016). Epíteto específico, do Latim, segmentatum, faz referência a sua conformação específica. Origem do depósito do material tipo não identificada.

Status da revisão: os dados obtidos na presente análise fomentaram a redescrição da espécie e publicação do segundo registro global de ocorrência, disponível em Furrazola et al. (2016).

Acesso(s) consultado(s)

Acesso: UFRN – Fungos 2687 (não tipo). Fornecedor: Universidade Federal do Rio Grande do Norte, Rio Grande do Norte, Natal, Brasil. Dados gerais: A espécie foi coletada em outubro de 2004, em amostra de solo rizosférico próximo a espécie Pinus caribae Morelet. Estruturas micorrízicas: desconhecidas. Posição filogenética: desconhecida.

Descrição

Glomerocarpos epígeos ou hipógeos, 3,5 x 6 mm, pulvinados, branco a amarelo amarronzado (Figura 56: A, B). Glomerocarpo constituído por uma área basal arranjada por de hifas entrelaçadas, marrom amarelado (A30M10C10), que une áreas de sementos poliédricos (cerca de 8 a 16 unidades). Cada semento possui área apical 0,8 - 0,10 mm, base 0,2 – 0,3 mm e altura 0,14 – 0,16 mm. Glomerocarpo constituído por perídio e 186 gleba diferenciada. Perídio hialino, arranjado paralelamente a cada segmento radial da gleba e ao mesmo tempo entrelaçado com segmentos adjacentes, 3 – 10,3 µm em diâmetro, parede 1 – 2 µm, raramente septada, com ramificações dicotômicas ou perpendiculares e algumas vezes, adquitindo conformações próprias. Reação ao Melzer no perídio, adqurindo tom alaranjado (A30M80C10) (Figura 56: C). Gleba amarela

(A40M20C30), com arranjo que radia através da base e entrelaça-se aos segmentos adjacentes, hifas reativas ao Melzer (A30M80C10). Glomerosporos hialinos a brancos, globosos (55-) 65 (-82) µm a subglobosos (48-) 68 x 87 µm. Glomerosporos constituídos por três camadas (Figura 56: D – F). A primeira camada é hialina, evanescente, atingindo até 1 µm em espessura, seguida por segunda camada branca a branco amarelado (A00M00C00 - A10M00C00), laminada, 4 – 10 µm e terceira camada, branco amarelado, flexível, 0,5 – 1 µm, comumente aderida a lâmina mais interna da segunda camada. Reação em Melzer na segunda e terceira camada apenas em glomerosporos jovens, recém extraídos dos glomerocarpos frescos., adquirindo tom vermelho claro (A30M70C20) Hifa de sustentação reta a curvada, cilíndrica, algumas vezes quebradas na região de anexação ao glomerosporo, 7,5 – 16,8 µm. Cor e composição da parede contínuas com parede do glomerosporo. Parede da hifa totalizadno 2,8 – 4 µm próxima a base, estreitando-se 0,5 µm a medida que se afasta. Canal 2,1 – 5,2 µm, ocluído por um septo formado pela terceira camada.

187

Figura 56: G. segmentatum. A – segmentos do glomerocarpo; barra de escala = 0,05 mm. B – Secção paralela sobre segmento, evidenciando detalhe da gleba com glomerosporos embebidos; barra de escala = 0,4 mm. C – Hifas da hifa reativas ao Melzer; Melzer; barra de escala = 50 μm. D – Primeira camada (c1), septo (s) e hifa de sustentação (hs); PVLG; barra de escala = 20 μm; E – Primeira, segunda e terceira camada (c1, c2 e c3) e septo; PVLG; barra de escala = 20 μm; F – Primeira camada (c1) e septo (s); PVLG; barra de escala = 10 μm;

Comentários

188

A amostra analisada diferenciou-se da descrição original apenas pelas dimensões do glomerocarpo, ligeiramente menores em relação as dimensões 6 x 8 mm da espécie descrita previamente. Contudo, admitem-se escalas de variações no tamanho, que não configura um caractere estável. Tais escalas são melhores conhecidas a medida em que se amplia a amostragem para realização de análises biométricas. G. segmentatum diferencia-se de todas as espécies pela sua conformação única enquanto glomerocarpo e composição da parede do glomerosporo. Em relação aos atributos microscópicos, no gênero Glomus, G. arborense, G. nanolumen e G. radiatum são espécies que também produzem glomerosporos hialinos, porém G. arborense apresenta apenas uma camada na parede do glomerosporo e G. nanolumen e G. radiatum apresentam duas camadas (GEMMA, 1990; MCGEE, 1986; KOSKE; THAXTER, 1922). G. mortonii, G pansihalos e G. spinosum formam três camadas na parede, porem diferem em cor, dimensões e composição da parede e hifa (BENTIVENGA; HETRICK, 1991; BERCH; KOSKE, 1986; TAO-HU, 2002). G. mortonii e G. pansihalos formam glomerosporos maiores, amarelo a amarelo amarronzados, com G. mortonii apresentando primeira camada evanescente e mucilaginosa e terceira camada flexível, além da presença de um peridiosporo e G. pansihalos, por sua vez, contendo terceira camada da parede unitária (BENTIVENGA; HETRICK, 1991; BERCH; KOSKE, 1986). G. pansihalos produz glomerosporos com dimensões próximas a variação exibida por G. segmentatum, com 40 – 90 µm, porém possui distintamente a primeira e segunda camadas ornamentadas, com terceira camada membranosa (TAO-HU, 2002).

Espécie

Sclerocystis sinuosa Gerd. & B.K. Bakshi ≡ Glomus sinuosum (Gerd. & B.K. Bakshi) R.T. Almeida & N.C. Schenck = Sclerocystis pakistanica S.H. Iqbal & Perveen

Recapitulação histórica

G. sinuosum foi descrito originalmente por Gedermann e Bakshi (1976), produto de estudos realizados sobre endomicorrizas em florestas na Índia. As espécies foram 189 coletadas e isoladas da rizosfera de uma variedade de espécies vegetais mediante técnica do peneiramento úmido e decantação proposta por Gerdemann e Trappe (1963). A espécie foi relatada como possuindo ocorrência comum em condição hipógea em floresta de coníferas e pedaços de troncos. Espécimes de S. sinuosa foram obtidos associados com Agathis robusta (C. Moore), F. M. Bailey, Cupressus torulosa D. Don, Podocarpus gracilior Pilger, Acrocarpus fraximifolius Wight & Arn., Juniperus procera Hochst., Albizzia odoratissima Benth., Cinnamomum camphora (L.) Nees & Eberm., Diopyros peregrina (Gaertn.) Gürke, Fraxinus uhdei (Wenz.) Lingelsh., Litsea glutinosa (Lour.) C. B. Robison, Syzgium cumini (L.) Skeels, Dalbergia sisoo Roxb., Tectona grandis L. f., Taxodium mucronatum Tenore, Cryptomeria japonica D. Don e Salix fragilis L.. Gedermann e Bakshi (1976) relataram que alguns glomerosporos encontravam-se parasitados. Almeida e Schenck (1990), durante revisão do gênero Sclerocystis, transferiram S. sinuosa para o gênero Glomus, com base em aspectos da ontogenia do glomerocarpo - em arranjo não hemisférico, como reportado para S. coremoides - e glomerosporos. Walker e Schüßler (2010) optaram por ressuscitar o gênero Sclerocystis, incluindo as espécies G. coremioides e G. sinuosum, mesmo repostando a escassez de evidências moleculares robustas para elucidar a posição filogenética natural das espécies. Oehl et al. (2011), em revisão das espécies glomoides, consideraram ambas as espécies no gênero Glomus, em clado ―Ab3‖ detnro do gênero Glomus (―Ab‖), representado de forma geral por espécies dotadas de glomerosporos com alto nível de organização em compactos glomerocarpos, geramente com mais de 50 glomerosporos cada, hifa de sustentação geralmente curta, com coloração uniforme ou suavemente mais clara do que a parede do glomerosporo. Apesar de reconhecerem as evidências morfológicas que posicionam G. sinuosum em um clado à parte, devido a insuficiência de dados moleculares os autores preferiram manter a espécie no gênero Glomus (Oehl et al., 2011). Seu epíteto específico, do Latin, sinuosum, faz referência à natureza sinuosa das hifas que compõem o perídio da espécie. Lâminas do material tipo depositadas em Oregon (OSC), EUA, holótipo e Forest Research Institute (FRI), India, isótipo.

Status da revisão: análise compatível com descrição fornecida por Almeida e Schenck (1990) e Wu (1993).

Acesso(s) consultado(s) 190

Acesso: OSC #38845 (holótipo) Fornecedor: Oregon Herbarium, Corvallis, Oregon, EUA. Dados gerais: Espécie coletada em 01/09/1974, coletor não informado, em área de floresta situada na Índia. Estruturas micorrízicas: não conhecidas. Posição filogenética: Forma um clado monofilético junto com G. coremioides, F. mossea, R. intraradices e G. vesiculiferum com 100% de suporte em valor de boostrap para análise de Parcimônia, mediante análise de sequências da região 18S do rDNA nuclear (REDECKER et al., 2000).

Descrição

Glomerocarpos não observados, apenas pequenos agregados de glomerosporos, possivelmente desfragmentados pela conservação em via líquida (Figura 57: A - B).

Glomerosporos amarelos (A40M20C10), elípticos, 90,4 – 134 μm , composto por apenas uma camada na parede, laminada, amarela (A40M20C10), 2,7 μm (Figura 57: C). Os glomerosporos são recobertos por um perídio de hifas sinuosas, largas, 2,8 – 8,2 μm em diâmetro (Figura 57: D). Hifa de sustentação contínua com parede, 12,5 μm em extensão, 7,5 μm em diâmetro e parede com 2,8 μm. Septo não observado. Não há reação em Melzer. O estado de conservação das lâminas dificulta a obtenção de medidas da parede das hifas do perídio, porém é possível atestar bem sua característica diagnóstica quanto as suas hifas largas e sinuosas descrita por Gedermann e Bakshi (1976).

191

Figura 57: G. sinuosum. A – glomerosporos recobertos por perídio; PVLG; barra de escala = 20 μm. B – Glomerosporos; PVLG; barra de escala = 40 μm. C – Parede do glomerosporo (p) e hifa de sustentação (hs); Melzer; barra de escala = 20 μm. D – Perídio de hifas sinuosas características da espécie; Melzer; barra de escala = 10 μm.

Comentários

Wu (1993) comenta sobre o estado de conservação de espécimes de coleções mais antiga, apontando a dificuldade da observação do padrão sinuoso das hifas do perídio de G. sinuosum. Geralmente, os glomerosporos dessas coleções encontram-se sem conteúdo citoplasmático, são frequentemente infectados por outros fungos e perfurados. Devido à infecção por outros fungos, alguns glomerosporos aparentam falsamente a presença de um endosporo (Wu,1993). A longevidade da coleção dificulta atestar o padrão sinuoso das hifas que compõem o perídio, mais evidentes em coleções jovens (Wu, 1993). O perídio formado por largas hifas sinuosas recobrindo os glomerosporos e sua parede única, de cor contínua a hifa constituem características marcante dessa espécie. No contexto das espécies glomoides originalmente descritas no gênero Sclerocystis (G. 192 clavisporum, G. coremioides, G. rubiforme, G. sinuosum e G. taiwanense), apenas G. coremioides e G. sinuosum se desenvolvem a partir de um plexo central de hifas no glomerocarpo, recoberto por um perídio. Ambas as espécies possuem uma única camada na parede do glomerosporos, fina, contudo, G. coremioides apresenta frequentemente um espessamento da parede na base do glomerosporos, atinge 6 μm nessa região e as hifas que compõem o perídio são entrelaçadas e pouco menos espessas (≅ 5 μm) (Wu, 1993; Jobim, observação pessoal).

Espécie

Glomus trufemii B.T. Goto, G.A. Silva & F. Oehl

Recapitulação histórica

Espécie descrita originalmente por Goto et al (2012), a partir de amostras de solo coletadas no Parque Estadual Dunas de Natal (5º46’S e 35º12’W), Natal, Rio Grande do Norte, uma das maiores áreas de conservação compostas por vegetação dunar no Brasil (GOTO et al., 2012). Consistiu na primeira espécie de FMA descrita para o estado. Culturas armadilhas foram estabelecidas para estabelecidas a fim de se multiplicar a espécie, contendo glomerosporos e glomerocarpos, utilizando Zea Mays L. como planta hospedeira, porém não foi obtido sucesso. Epíteto específico, trufemii, faz referência a Sandra Farto Botelho Trufem, taxonomista que se dedicou durante muitos anos a formação de recursos humanos na taxonomia de FMA. Material tipo depositado no herbário da Universidade Federal do Rio Grande do Norte (UFRN – Fungos), holótipo e isótipo.

Status da revisão: análise compatível com descrição fornecida por Goto et al (2012).

Acesso(s) consultado(s)

Acesso: UFRN – fungos 1482 (holótipo). Fornecedor: Departamento de Botânica e Zoologia, Universidade Federal do Rio Grande do Norte. 193

Dados gerais: Ambos acessos coletados em 2012 em área de dunas marítimas no Parque Estadual Dunas de Natal, Natal, Rio Grande do Norte, próxima a vegetação dunar. Estruturas micorrízicas: desconhecidas. Posição filogenética: desconhecida.

Descrição

Glomerocarpos intactos não acessados, marrom alaranjado a marrom avermelhado escuro, 0,05 – 850 x 780 – 1200 μm, contendo centenas a milhares de glomerosporos, sem perídio (GOTO et al., 2012). Glomerosporos marrom alaranjado a marrom avermelhado escuro (A40M50C00 – A40M60C30), frequentemente subglobosos (68,5-) 69,4 x 78 (-79,2) μm a elipsoides (61,6-) 66,2 x 83,2 (-85) μm ou ainda raramente globosos (66,7-) 70,7 x 75,2 (-77,9) (Figura 58: A). Presença de apenas uma parede composta por duas camadas (Figura 58: A - D). A primeira camada é hialina, evanescente, de difícil observação, 1,5 μm, geralmente constata-se poucos vestígios na superfície do glomerosporos. Segunda camada laminada, persistente, marrom alaranjado a marrom avermelhado escuro (A40M50C00 – A40M60C30), espessa, 10,6 μm. Hifa de sustentação laranja, levemente descolorida em relação a segunda camada do glomerosporo (A40M20C00,) reta, cilíndrica ou constricta, atingindo 25 – 42 μm em comprimento e 8 μm em diâmetro. Parede da hifa contínua com ambas camadas da parede do glomerosporos, 2,3 μm (Figura 58: D). Canal 8,2 μm, septo formado por lâminas da segunda camada da parede, 0,6 x 3,4 μm. São observados distribuídos pelo arranjo, com menor frequência, glomerosporos abortados, de dimensões menores e com cor similar a hifa dos glomerosporos íntegros, compostos por apenas uma camada na parede, 1,4 μm, hifa 5,6 μm em diâmetro e 2,6 μm em espessura da parede (Figura 59: C). Não foram observados glomerosporos em estado intactos para aferir sua variação em diâmetro total. Reação em Melzer não observada nos glomerosporos íntegros e abortados.

194

Figura 58: G. trufemii. A – Glomerosporos; PVLG; barra de escala = 50 μm. B – Glomerosporos jovens; Melzer; barra de escala = 40 μm. C – Glomerosporo abortado; Melzer; barra de escala = 100 μm. D – Primeira camada e segunda camada do glomerosporo (c1 e c2), septo (s) e segunda camada da hifa de sustentação (c2(hs)); Melzer; barra de escala = 100 μm.

Comentários

G. trufemii apresenta glomerocarpo de dimensões relativamente grandes, com padrão de cor escuro, no contexto das espécies que formam corpos de frutificação, como também observado para G. ambisporum, G. heterosporum, e G. fuegianum (SMITH; SCHENCK, 1985; SPEGAZZINI, 1887). A espécie se distingue principalmente das demais notavelmente pela sua natureza microscópica. Glomerocarpos de G. trufemii desenvolvem apenas um morfotipo de glomerosporos, em contraste com G. ambisporum e G. heterosporum, e apresenta duas camadas na parede, enquanto G. ambisporum e G. fuegianum apresentam três camadas (SMITH; SCHENCK, 1985; SPEGAZZINI, 1887). A segunda camada da parede de G. trufemii é uma das mais espessas já registradas dentre as espécies glomoides, atingindo até 30 μm (GOTO et al., 2012). Glomerosporos de G. heterosporum apresentam composição de 195 parede similar à espécie, porém sua segunda camada é relativamente menor (SMITH; SCHENCK, 1985). G. glomerulatum pode ser confundido com G. trufemii quanto a padrão de cor do glomerocarpo, glomerosporos e presença de camada laminada espessa, amarelo alaranjada, 4 – 9 μm, porém a camada laminada de G. glomerulatum consiste na primeira de sua composição, seguida por camada interna flexível (SIEVERDING et al., 1977). A espécie também apresenta desenvolvimento intercalar, contendo de 2 a 4 hifas, em oposição ao desenvolvimento terminal com apenas uma hifa de sustentação por glomerosporos apresentado por G. trufemii (SIEVERDING et al., 1977). Além disso, G. trufemii apresenta glomerosporos mais escuros, maiores - em comparação aos 40 – 70 μm registrados para G. glomerulatum - e com segunda camada distintamente mais espessa. G. glomerulatum também apresenta ocasionalmente conteúdo citoplasmático escuro, advindo, possivelmente, da pressão exercida internamente por suas camadas, atributo não detectado em glomerosporos de G. trufemii (SIEVERDING et al., 1977). G. herrerae apresenta composição de parede idêntica a G. trufemii, porém com dimensões relativamente menores para diâmetro dos glomerosporos, segunda camada da parede e diâmetro da hifa, além de apresentar, ocasionalmente, duas hifas anexadas ao glomerosporos e reação em Melzer na segunda camada, quando jovem.

Espécie

Redeckera fulvum (Berk. & Broome) C. Walker & A. Schüßler ≡ Paurocotylis fulva Berk. & Broome ≡ Endogone fulva (Berk. & Broome) Pat. ≡ Glomus fulvum (Berk. & Broome) Trappe & Gerd. ≡ Glomus fulvus (Berk. & Broome) Trappe & Gerd.

Recapitulação histórica

Espécie aparentemente comum em regiões tropicais (ZYCHA, 1969). Descrita originalmente por Berckeley e Broome (1873) no gênero Paurocotylis (= Paurocotylis fulva) e posteriormente transferida para Endogone (= E. fulva) por Patouillard (1903). O 196 material foi analisado e revisado detalhadamente por Thaxter (1922), que verificou sua similaridade com E. pulvinata. Gerdemann e Trappe (1974) propuseram combinação nova, posicionando a espécie no gênero Glomus (= Glomus fulvum). Com base em evidencias exclusivamente moleculares optaram por transferir a espécie para um novo gênero, Redeckera C. Walker & A. Schüßler, destinado a agrupar todas as espécies do gênero Glomus que, segundo sua análise, formam glomerosporos glomóides em glomerocarpos com grande dimensões, presença de perídio e apresentando sequência ARKTYTGGKMGCGGYAACGTRA da região SSU do rRNA. Epíteto específico, do Latin, fulvum, não explicado. Local de depósito do material tipo não identificado.

Status da revisão: análise compatível com descrição fornecida por Thaxter (1922).

Acesso(s) consultado(s)

Acesso: OSC #61335 (não tipo), UFRN – Fungos 3276, 3277 e 3278. Fornecedor: Oregon Herbarium, Corvallis, Oregon, EUA e Herbário UFRN, Rio Grande do Norte, Brasil. Dados gerais: Acesso OSC #61335 em 22/01/1998 por Jim Trappe em Puerto Rico, munícipio de Ponce, na área de proteção ambiental ―Guilart Commonwealth Forest‖, sobre Eucalyptus deglupta Blume e Eucalyptus globus Labill; Acessos UFRN – Fungos 3276 e 3277 coletados em Sierra del Rosario, Pinar del Rio e Toppes de Collantes, respectivamente, Cuba; Acesso UFRN – Fungos 3278 coletado em área de restinga em Cabedelo, Paraíba, Brasil. Estruturas micorrízicas: desconhecidas. Posição filogenética: desconhecida.

Descrição

Glomerocarpos irregulares, bege a marrom amarelado (A90M30C30), 0,3 x 0,4 x 0,4 (–0,5) cm (Figura 59: A, B). Perídio parcialmente presente, recobrindo parte do glomerocarpo, flocoso, hialino. As hifas do perídio adquirem coloração amarelada no Melzer, tanto a parede da hifa, quanto o material citoplasmático (Figura 59: C). Hifa do perídio 3,47 μm em diâmetro e parede < 0,5 μm. Apresentam conteúdo citoplasmático granuloso e hialino. A base do glomerocarpo é composta por hifas largas similares a 197 rizomorfas, também observadas em espécimes de R. pulvinata (GOTO, observação pessoal). Os glomerosporos encontram-se imersos randomicamente na gleba, bem como na superfície. Cor da gleba contínua a cor do glomerocarpo.

Glomerosporos hialinos a amarelados (A90M30C10), frequentemente elipsoides (52–) 70,5 x 87,4 (–100,6) μm a ocasionalmente globosos (57–) 71,5 x 79 (–91,5) μm, algumas vezes amplamente elipsoides, 62,9 x 90,6 μm a sublogobosos, 73 x 80,9 μm

(Figura 59: E). Parede do glomerosporos hialina a amarelada (A90M30C10), 2,12 μm em média. Presença de material citoplasmático denso, granulado ou uniforme, pigmentado, amarelo (A90M30C10). Hifa de sustentação típica de Redeckera, hialina, (5,4–) 12,5 (– 25,8) μm em comprimento e (7,7–) 9,2 (10,2) μm em diâmetro, contínua com a parede do glomerosporos, apresentando parede com 1,5 – 2,5 μm (Figura 59: F). Canal 6,8 μm, com septo ocasionalmente presente. Não há reação em Melzer.

198

Figura 59: R. fulva. A – Variação dos glomerocarpos; barra de escala = 0,2 cm. B – Glomerocarpo coberto parcialmente por perídio e partículas orgânicas associadas; é possível verificara presença de hifas aderidas ao substrato (hif.); barra de escala = 0,1 cm. C – Glomerocarpo após secção transversal, evidenciando a anatomia da gleba: os glomerosporos estão imersos em matriz densa de hifas; barra de escala = 0,02 cm. D – Glomerosporos distribuídos em perídio; PVLG; barra de escala = 50 μm; E – Glomerosporos, padrão globoso a subgloboso quanto à forma; Melzer; barra de escala = 100 μm; F – Parede do glomerosporos (p), hifa de sustentação (hs) e septo (s); PVLG; barra de escala = 10 μm.

199

Comentários

Dentre as espécies de Redeckera, é difícil distinguir glomerosporos de R. fulva, R. megalocarpa e R. pulvinata e poucos não existem trabalhos dedicados a avaliar a estabilidade de características dos glomerocarpos, de modo que os dados disponíveis sobre a natureza macroscópica das espécies são restritos a coletas pontuais. O registro da variabilidade estrutural é imprescíndivel para sua caracterização robusta. Nas espécies avaliadas a partir dos acessos obtidos de Oregon, R. pulvinata (OSC #61329 e #61326) apresentou dimensões maiores quanto ao tamanho do glomerocapo em relação a R. fulva e aos valores registrados na literatura para R. megalocarpa (Redecker et al., 2007). Sabe-se contudo, que o atributo tamanho não configura um caractere estável e é um reflexo das condições do material tanto em relação a sua maturidade quanto as próprias interações na natureza, que podem ter influenciado na sua degradação e fragmentação. Em contrapartida, foram analisados 92 glomerocarpos de R. fulva do acesso UFRN – Fungos 3278, tendo sido possível confirmar uma tendência ao equilíbrio nos valores informados do tamanho do glomerocarpo, situados entre mínimo de 0,3 cm a máximo de 0,5 cm. Błaszkowski (2012) observou que a cor amarelada dos glomerosporos de R. fulva lhe são atribuídos pela cor do próprio conteúdo citoplasmático e sua parede é hialina, em relação a parede amarela de R. pulvinata. Nas análises realizadas em glomerosporos quebrados por esta revisão, foi possível verificar uma tendência a R. fulva apresentar parede variando do hialino ao amarelo, enquanto acessos de R. pulvinata apresentaram parede fixamente amarelada. Também foi possível verificar que glomerosporos de R. pulvinata tendem a manter um padrão globoso quanto à forma dos glomerosporos (73% dos glomerosporos mensurados apresentaram forma globosa) ao passo que R. fulva tende a manter um padrão subgloboso (apenas 37% dos glomerosporos apresentaram forma globosa), uma característica também verificada previamente por Błaszkowski (2012).

Espécie

Redeckera megalocarpum (D. Redecker) C. Walker & A. Schüßler ≡ Glomus megalocarpum D. Redecker 200

Recapitulação histórica

R. megalocarpa foi descrita originalmente por Redecker et al. (2007), no gênero Glomus. Posteriormente, a espécie foi transferida para o gênero Redeckera, representado por espécies que produzem glomerosporos glomóides em glomerocarpos com grande dimensões, presença de perídio e que apresentam sequência ARKTYTGGKMGCGGYAACGTRA da região SSU do rRNA. Consistiu na primeira espécie de Redeckera descrita a partir de evidências morfológicas e moleculares, a partir de exemplar coletado em Guadaloupe, Caribe. Além disso, dentre as demais espécies representantes de Redeckera, R. megalocarpa apresentou maiores dimensões do glomerocarpo registradas até então para o gênero, com valores de 2 x 3,8 cm. Holótipo depositado na coleção da Universidade de Lille, França (LIP). Epíteto específico, do Latin, megalocarpum, faz referência as grandes dimensões incomuns de seu glomerocarpo (Redecker et al., 2007).

Status da revisão: análise compatível com descrição fornecida por Redecker et al. (2007).

Acesso(s) consultado(s)

Acesso: 3102 – 3103 – DPP. Fornecedor: Janusz Błaszkowski . Dados gerais: Não informados. Estruturas micorrízicas: desconhecidas. Posição filogenética: A espécie forma grupo mofilético junto com R. fulva e R. pulvinata (valores de 74/100% de probabilidade Boostrap para análises de Verossimilhança e Bayesiana, respectivamente), irmão a clado composto por D. spurca e D. versiforme em Diversisporales (Redecker et al, 2007).

Descrição

Glomerocarpos não acessados pessoalmente para obtenção das dimensões macroscópicas. A espécie forma grande glomerocarpos com perídio amarelo claro 201

(A80M30C30) recobrindo total ou parcialmente o corpo de frutificação, no qual também se encontram partículas de matéria orgânica advindas do solo aderidas (Figura 60 – A). Glomerosporos distribuídos de forma randômica e densa pela gleba, cuja cor é similar ao perídio situado na superfície externa (Figura 60 – B). Glomerosporos hialinos a amarelados (A80M10C20) ou amarronzados (A40M20C30) frequentemente elipsoides (44,5–) 47,4 x 88,5 (–100,5) μm a alongados (50,4–) 70 x 81,5 (–85,8), raramente cilíndricos, 41,5 x 95,2 μm (Figura 60 – B, C). A cor dos glomerosporos é atribuída pelo conteúdo citoplasmático (Figura 60 – D). Os glomerosporos analisados na presente revisão apresentaram conteúdo citoplasmático granuloso denso com tendência a localizar-se no meio do glomerosporos, o que permite evidenciar que sua cor é distinta da cor natural dos glomerosporos. Composto por uma única parede hialina, laminada, (1–) 2 (–3) μm. Hifa de sustentação típica do gênero Redeckera, frequentemente reta a constricta na base, largas em diâmetro, 6,2 μm em média, atingindo 13 μm em média em comprimento, com parede 0,6 – 1,8 μm. Canal 5,6 μm em média, septo 5,5 x 1,2 μm em largura e comprimento, respectivamente.

Figura 60: R. megalocarpa. J. A – Superfície do glomerocarpo com perídio (Per.); barra de escala = 200 μm. B – Gleba om glomerosporos (Glo.); barra de escala = 100 μm. C – Glomerosporos com conteúdo citoplasmático amarronzado; PVLG; barra de escala = 20 μm. D – Glomerosporos com conteúdo citoplasmático amarelado; Melzer; barra de escala = 10 μm. 202

Comentários

R. megalocarpa se diferencia das demais espécies do gênero pelo maior glomerocarpo desenvolvido (REDECKER et al., 2007) e seus glomerosporos marcadamente hialinos, cuja cor é mascarada pela cor do conteúdo citoplasmático que varia do amarelo ao marrom. R. fulva e R. pulvinata também apresentam glomerosporos compostos por uma única camada laminada, das quais as dimensões da parede de R. pulvinata se sobrepõem com R. megalocarpa (GERDEMANN; TRAPPE, 1974). Porém, R. pulvinata produz glomerosporos hialinos a amarelados frequentemente globosos e, comumente, seu conteudo citoplasmático apresenta, em maior frequência, distribuição uniformemente em relação ao conteúdo citoplasmático com aspecto frequentemente centralizado de R. megalocarpa (GERDEMANN; TRAPPE, 1974). R. fulva, por sua vez, apresenta dimensões máximas da parede superiores às de R. megalocarpa e, enquanto seus glomerosporos são frequentemente subglobosos, R. megalocarpa apresenta glomerosporos frequentemente alongados, elipsóides ou até mesmo cilíndricos (GERDEMANN; TRAPPE, 1974).

Espécie

Redeckera pulvinatum (Henn.) C. Walker & A. Schüßler ≡ Endogone pulvinata Henn. ≡ Glomus pulvinatum (Henn.) Trappe & Gerd. ≡ Glomus pulvinatus (Henn.) Trappe & Gerd. = Glomus pulvinatus (Henn.) Trappe & Gerd.

Recapitulação histórica

Espécie descrita originalmente por Hennings (1987) (publicação disponível em língua alemã) no gênero Endogone. Gerdermann & Trappe (1974) transferiram para o gênero Glomus (como ―Glomus pulvinatus‖). A produção de glomerosporos globosos a subglobosos 65 – 82 (–100) x 65 – 90 (–105) μm e a presença única camada na parede 203 foram identificadas como características distintivas de R. fulva e R. fragilis, respectivamente, por Gerdemann & Trappe (1974). A espécie até então foi registrada para regiões tropicais pertencentes à América e Tasmânia e Nova Zelândia (Thaxter, 1922; Gerdemann & Trappe, 1974). Etmologia do epíteto específico não identificada. Localização do material tipo não identificada.

Status da revisão: análise compatível com descrição fornecida por Gerdemann e Trappe (1974).

Acesso(s) consultado(s)

Acesso: OSC #61329 (não tipo), #61326 (não tipo). Fornecedor: Oregon Herbarium, Corvallis, Oregon, EUA. Dados gerais: Ambos acessos coletados em 22/01/1998 por Jim Trappe em Puerto Rico, munícipio de Ponce, na área de proteção ambiental ―Guilart Commonwealth Forest‖, sobre Eucalyptus deglupta Blume e Eucalyptus globus Labill. Estruturas micorrízicas: desconhecidas. Posição filogenética: desconhecida.

Descrição

No primeiro acesso (OSC #61329) os glomerocarpos são largos, 1,1 x 1,1 cm e irregulares. Perídio ausente. Glomerocarpo produzindo poucos glomerosporos. A base do glomerocarpo possui várias hifas anexadas, algumas de Basidiomycota, com nítidos grampos de conexão, e é possível observar também a presença de hifas largas, análogas a rizomorfas, na base do glomerocarpo (observação pessoal, B. T Goto). No segundo acesso (OSC #61326), a morfologia do material é similar à coleção #OSC 61329, contudo, os esporocarpos são menores, variando de (0,4-) 0,6 x 0,7(-0,9) cm. Ambos os acessos apresentam glomerosporos globosos (61,79–) 87,4 x 89,2 (– 104) μm, subglobosos (77,7–) 73,3 x80 (–109) μm a amplamente elipsoides (74,77–)

79,7 x 101,5 (–113) μm, amarelo claro (A40M20C20) (Figura 61 - A). É possível observar vestígios de perídio anexados aos glomerosporos, em tom similar de amarelo claro, levemente descolorado (Figura 61 – B). A parede do glomerosporo é composta por uma camada, laminada, (0,74–) 0,87 x 2,54 (–2,91) μm (A40M20C20) (Figura 61 – C). Hifa de 204 sustentação típica de Redeckera (sensu Oehl et al., 2011), reta, contínua com parede do glomerosporos, atingindo em média 32,3 μm em comprimento e 9,3 μm em diâmetro (Figura 61 – C). A cor é contínua a parede do glomerosporos, ocasionalmente tendendo a descoloração para o hialino. Septo formado por laminação mais interna, atingindo em média 0,57 x 8,6 μm em espessura e largura, respectivamente (Figura 61 - C). Material citoplasmático denso, tipicamente observado nas diferentes espécies de Redeckera (Figura 61 – D). Possui aspecto granuloso, e, quando não preenche densamente o glomerosporos, verifica-se uma tendência a concentrar-se na região central. Não há reação em Melzer.

Figura 61: R. pulvinata. A – Glomerosporos de R. pulvinata, Melzer; barra de escala = 50 μm; B – Perídio (Per.) anexado aos glomerosporos, Melzer; barra de escala = 50 μm; C – Parede do glomerosporo (p), hifa de sustentação (hs) e septo (s), Melzer; barra de escala = 50 μm; D – Conteúdo citoplasmático (cc); PVLG; barra de escala = 50 μm.

Comentários

205

R. pulvinata pode ser diferenciada das demais espécies do gênero por sua produção de glomerosporos em maior frequência globosos, cujas dimensões máximas atingem a faixa de variação de 100 –113 μm. R. canadensis, R. fulva e R. megalocarpa possuem glomerosporos frequentemente ovoides. R. avelingiae também apresenta glomerosporos em maior frequência globosos a subglobosos, contudo, possui quatro camadas na parede, ao passo que R. pulvinata apresenta apenas uma. Glomerosporos de R. megalocarpa podem atingir dimensões de seus glomerosporos sobrepostas a R. pulvinata, além de seu padrão de cor ser similar (R. canadensis, fulvum e R. fragilis possuem parede do glomerosporo não pigmentada) (BERCKELERY; BROOME, 1873; THAXTER, 1922; HENNIGS, 1987; SINCLAIR et al., 2000; REDECKER et al, 2007), variando entre os tons de amarelo claro a amarronzado. As dimensões do glomerocarpo formado por R. megalocarpa todavia são as maiores registradas até então para o gênero (7 x 7 x 4 mm), recobertos parcialmente por um perídio (REDECKER et al., 2007), estrutura ausente em glomerocarpos de R. pulvinata. Além disso, seus glomerosporos são caracteristicamente ovoides a oblongos ou suavemente claviformes (REDECKER et al., 2007).

Espécie

Rhizoglomus aggregatum (N.C. Schenck & G.S. Sm.) Sieverd., G.A. Silva & Oehl ≡ Glomus aggregatum N.C. Schenck & G.S. Sm. ≡ Rhizophagus aggregatus (N.C. Schenck & G.S. Sm.) C. Walker

Recapitulação histórica

Espécie descrita originalmente por Schenck e Smith (1982) no gênero Glomus, a partir de amostras oriundas de culturas armadilhas inoculadas com raízes de Citrus sinensis e Poncirus trifoliata. Posteriormente, a espécie foi transferida para o gênero Rhizophagus (WALKER; SCHUESSLER, 2010), classificação refutada por Sieverding et al. (2014), que acomodaram a espécie no gênero Rhizoglomus. Epíteto espécifico, do Latin, aggregatum, faz referência ao arranjo típico do cluster. Material depositado no Oregon Herbarium (OSC), Oregon, holótipo, Florida Museu of Natural History (FLAS), Flórida, EUA e Harvard University (FH), Massachusetts, EUA, isótipos. 206

Status da revisão: análise compatível com descrição fornecida por Schenck e Smith (1982) e emenda por Koske (1985).

Acesso(s) consultado(s)

Acesso: OSC # 40254 (holótipo) Fornecedor: Oregon Herbarium, Corvallis, Oregon, EUA. Dados gerais: Acesso coletado em 08/05/1981 em culturas armadilhas inoculadas com C. sinensis e P. trifoliata. Estruturas micorrízicas: Forma micorriza arbuscular com diferentes espécies vegetais (BŁASZKOWSKI , 2012). Posição filogenética: desconhecida.

Descrição

Glomerosporos formados em pequenos a médio agregados, sem perídio, contendo poucas dezenas de glomerosporos cada (Figura 62 – A). Glomerosporos amarelo amarronzado claro (A40M10C30) a amarelo ou amarelo alaranjado (A90M10C10 -

A40M30C30), ocasionalmente globosos, (-66,9-) 76,5 x 77,4 (-86,5) μm a subglobosos, (51,9-) 58 x 62,6 (-69,3) μm ou algumas vezes elípticos, 67 x 94,6 μm a irregulares, 26 x 63,29 x 104, 5 μm (Figura 62– B, C), consistindo de uma parede composta por duas camadas na parede, a primeira amarelo alaranjada (A90M10C10 - A40M30C30), laminada, 2 – 4 μm, seguida por camada de mesma cor, laminada, 2 – 3 μm (Figura 62: C, D). Em alguns glomerosporos, há desenvolvimento por proliferação interna, no qual os glomerosporos se formam através do recrescimento da hifa na base do glomerosporos, dando origem a um glomerosporos interno, conforme descrito por Koske (1985). Hifa de cor contínua ao glomerosporos, atingindo em média (31,7-) 93,2 (-103,9) μm, diâmetro 7,8 μm em comprimento), reta ou levemente recurvada base, ocasionalmente ramificada em padrão dicotômico. Parede da hifa confluente com parede do glomerosporos, (1,7-) 1,7 (2,3) μm. Canal (0,7-) 4 (-6) μm, septo não observado. Reação em Melzer não observada.

207

Figura 62: R. aggregatum. A – Agregados, alguns dos quais pode ser observada formação de glomerosporo parental (gp); PVLG; barra de escala = 50 μm. B – Primeira e segunda camada do glomesporo (c1, c2) e glomerosporos parental (gp); PVLG; barra de escala = 10 μm. C –Primeira e segunda camada da parede da hifa de sustentação (c1(hs), c2(hs)); PVLG; barra de escala = 10 μm. D – Agregado de glomerosporos em Melzer; Melzer; barra de escala = 50 μm.

Comentários

Dentre as espécies do gênero Rhizoglomus, R. aggregatum apresenta cor e número de camadas na parede dos glomerosporos similar a R. arabicum, R. intraradices e R. microaggregatum: glomerosporos amarelados em algum estágio de desenvolvimento e duas camadas (SCHENCK; SMITH, 1982; KOSKE, 1985; KOSKE et al., 1986; BŁASZKOWSKI et al., 2014). Quando jovens, R. arabicum e R. microaggregatum desenvolvem glomerosporos hialinos e adquirem tons de amarelo similares a R. aggregatum a medida em que vão atingindo a maturidade. As dimensões dos glomerosporos de R. arabicum também se sobrepõem as de R. aggregatum, porém, R. arabicum possui primeira camada hialina, evanescente, mucilaginosa e fina, contrastando com primeira camada pigmentada, persistente, laminada e relativamente 208 espessa de R. aggregatum (BŁASZKOWSKI et al., 2014). R. microaggregatum possui primeira camada unitária, hialina a pigmentada, menos espessa do que R. aggregatum, < 2 μm e, quando presente uma segunda camada, é membranosa ou unitária, < 2 μm (KOSKE et al., 1986). Além disso, R. microaggregatum produz glomerosporos de dimensões máximas inferiores as dimensões mínimas de R. aggregatum, (15-)30(-50) x (15-)30(-40) µm (KOSKE et al., 1986). R. intraradices produz glomerosporos com padrão e tamanho que podem sobrepor-se aos observados para R. aggregatum, contudo, seus glomerosporos podem vir a apresentar de 2 a 4 camadas, das quais as duas mais externas são hialinas e evanescentes, e não há crescimento por proliferação interna (SCHENCK; SMITH, 1982). A presente análise encontra-se compatível com descrição e emenda fornecida por Schenck e Smith (1982) e Koske (1985). Błaszkowski (2012) descreveu composição de parede de R. aggregatum consistindo de três camadas na parede: a primeira hialina, mucilaginosa, evanescente e reativa ao Melzer, seguida por camada hialina semi-fléxivel, evanescente e camada pigmentada laminada, descrição em em desacordo com literaturas prévias e presente revisão. Foi possível detectar duas camadas laminadas bem definidas nos glomerosporos analisados e a presença do glomerosporo parental por proliferação interna. Não foram observadas quaisquer indícios de camadas evanescentes nos glomerosporos disponíveis. Isolados provenientes de culturas podem contribuir na constatação de estruturas não observadas nas descrições originais realizadas a partir de espécimes obtidas diretamente em campo. Contudo, cabe ressaltar que a análise de Błaszkowski incidiu sobre espécimes não tipo coletadas na Polônia. Análises moleculares de espécimes de isolados da localidade tipo e Polônia podem ajudar a esclarecer a interpretação realizada sobre Blaskowski (2012) e se a espécie trata-se realmente de R. aggregatum ou nova espécie esporocárpica sensu lato, integrante do ―Complexo Glomus fasciculatum‖ sensu Koske (1985).

209

Espécie

Rhizoglomus clarum (T.H. Nicolson & N.C. Schenck) Sieverd., G.A. Silva & Oehl ≡ Glomus clarum T.H. Nicolson & N.C. Schenck ≡ Glomus clarus T.H. Nicolson & N.C. Schenck ≡ Rhizophagus clarus (T.H. Nicolson & N.C. Schenck) C. Walker & A. Schüßler

Recapitulação histórica

Espécie descrita originalmente como G. clarus por Nicolson e Schenck (1979), como produto do esforço em descrever espécies de FMA encontradas na Florida. R. clarum foi encontrado em raízes de Arachis hypogea L. em Marianna, em solos de plantação de soja em Gainesville, além de raízes de gramíneas em Ona e Okeechobee, Flórida. Todos os solos foram obtidos em profundidade de 0 – 15 cm na região rizosférica e analisados posteriormente por metodologia convencional de Gerdemann e Nicolson (1963). G. clarus foi transferido para o gênero Rhizoglomus por Oehl et al. (2015), junto a outras espécies glomoides que formam frequentemente glomerosporos em abundância no solo e em raízes de plantas, morfologicamente caracterizadas por possuírem hifa de sustentação cilíndrica e no mínimo duas ou três camadas na parede. Lâminas do tipo foram depositadas nos herbários de Oregon (OSC), EUA e isótipos foram enviados para herbários do Museu Nacional de História da Flórida (FLAS), EUA e Universidade de Harvard (FH), EUA. O epíteto específico, do Latin, clarus, faz referência a parede hialina do glomerosporos.

Status da revisão: análise compatível com descrição fornecida por Nicolson e Schenck (1979).

Acesso(s) consultado(s)

Acesso: OSC #37519 (Tipo). Fornecedor: Oregon Herbarium, Corvallis, Oregon, EUA. Dados gerais: Tipo coletado por Schenck em 06/01/1978 em solos de plantação de soja. 210

Estruturas micorrízicas: A espécie forma, em potes de cultura inoculados com Plantago lanceolata L., arbúsculos, vesículas e hifas intra e extraradicais que coram intensivamente azul em azul de tripano (0,1%) (BLASKOWSKI, 1994). Posição filogenética: R. clarum forma, junto a R. manihotis, um subclado B no clado Glomus A, com valores de suporte em bootstrap de 91 para análise de Verossimilhança a 86 para análise de Parcimônia (SCHWARZOTT, 2001).

Descrição

Glomerosporos formados isoladamente no solo, no interior de raízes ou em pequenos agregados. Ausência de perídio. Glomerosporos hialinos a amarelo pálido

(A40M10C00), globosos, (120,8-) 141,3 x 141,8 (-141,8) μm, com conteúdo citoplasmático granuloso, de cor similar (Figura 63: A). Parede do glomerosporos composta por três camadas na parede. A primeira camada é hialina, evanescente, de difícil observação em glomerosporos maduros, 4,2 μm, apresentando uma aparência rugosa quando descama ao longo da longevidade; segunda camada mucilaginosa, hialina, 4,5 μm em média, seguida por camada laminada, amarelo (A40M10C00), (6,2-) 9,4 (-12,7) μm (Figura 63: B – C). As lâminas se separam facilmente e podem detectadas individualmente ao longo da superfície, com ≅ 0,6 em espessura cada. Hifa reta, curvada ou em forma de funil, atingindo 42,6 μm em comprimento, 8,4 μm em média em diâmetro, com parede 2,3 – 5,3 μm em espessura, contínuas com as duas camadas internas do glomerosporo. A hifa mantém mesma composição de cor em relação às camadas contínuas da parede do glomerosporo (Figura 63: D). Canal 2 – 5,3 μm, se estreitando um pouco na base. Septo formado por lâmina da terceira camada, com ≅ 2,6 μm em largura. Reação em Melzer

211

Figura 63: R. clarum. A – Agregados de R. clarum; PVLG; barra de escala = 10 μm. B – Segunda e terceira camada (c2 , c3) e hifa de sustentação (hs); PVLG; barra de escala = 10 μm. C – Primeira, segunda e terceira camada (c1, c2, c3); PVLG; barra de escala = 20 μm. D – Segunda e terceira camada (c2, c3), contínuas a hifa de sustentação, presença de septo (s); PVLG; barra de escala = 10 μm.

Comentários

R. clarum se diferencia de outras espécies por sua segunda camada relativamente espessa e hialina, que lhe confere uma aparência de halo, quando observada sob estereomicroscópio, seguida por calada laminada amarela. Outra espécie do mesmo gênero que apresenta morfologia muito semelhante trata-se da espécie R. manihotis, inclusive sugerida como conspecífica por MORTON (2002). Em análise filogenética realizada posteriormente por Schwarzott et al. (2011), a espécie tipo de R. manihotis agrupou-se ao subclado GIGrA, junto a R. clarum, com valores de suporte em bootstraps de 91 e 86% para análises de Verossimilhança e Parcimônia, respectivamente. Outra sequência publicada de R. manihotis, contudo, agrupou-se no clado GiGrB, porém o isolado foi perdido na coleção INVAM e por isso não pode ser 212 investigado para reprodução dos resultados (Schwarzott et al., 2011). Dessa forma, as evidências morfológicas e moleculares obtidas até o momento apontam para uma potencial conspecifidade dessas espécies, mas que demanda investimentos em expansão da amostragem, incluindo isolados representativos das localidades tipo, para poder embasar com segurança uma futura iniciativa de sinonimização. A despeito de suas caracterizações filogenéticas, os limites de atributos morfológicos são tênues. Glomerosporos de R. manihotis desenvolvem dimensões máximas superiores a R. clarum (até 450 μm) (SCHENCK et al, 1984), e, segundo Schenck et al. (1984), apresenta conteúdo citoplasmático e camada interna distintivamente amarela, camada externa mais estreita e hifa de sustentação facilmente degradada no solo, esse último fato constatado em análise do isótipo (JOBIM, observação pessoal). Também foi possível verificar que R. manihotis atinge proporções maiores quanto as camadas da parede (JOBIM, observação pessoal). Tais atributos, porém, não configuram caracteres morfológicos robustos para diferenciação precisa. Diante da ausência de estudos populacionais a partir de isolados de diferentes localidades, torna-se inviável compreender o limite de abrangência quanto às dimensões atingidas pelos glomerosporos. A própria natureza da hifa de R. manihotis, que é observada frequentemente degradada, pode ser um mero atributo da interação com as propriedades edáficas da localidade amostrada (SCHENCK et al., 1984).

Espécie

Rhizoglomus custos (C. Cano & Dalpé) Sieverd., G.A. Silva & Oehl ≡ Glomus custos C. Cano & Dalpé, Mycotaxon 109: 502 (2009) ≡ Rhizophagus custos (C. Cano & Dalpé) C. Walker & A. Schüßler

Recapitulação histórica

A espécie foi descrita originalmente por Cano et al. (2009) no gênero Glomus, a partir de amostras de solo sobre barranco no Rio Tinto, Huelva, Espanha, condição ambiental inusitada, uma vez que o rio apresenta propriedades peculiares, como cor vermelha da água e alta concentração de metais pesados, sugerindo alta resiliência da espécie para adaptação as condições adversas. A espécie foi isolada e cultivada em culturas monoaxênicas. Posteriormente, a espécie foi transferida para o gênero 213

Rizoglomus (SIVERDING et al., 2014). Epíteto específico, do Latin, custos = guardião, protetor, faz referência a propriedade protetiva conferida por esse fungo a planta hospedeira e resistência elevada aos extremos níveis de pH e metais pesados do rio de origem. Material tipo depositado na coleção GDA, Estação Experimental de Zaidin, Granada.

Status da revisão: análise compatível com descrição proposta por (CANO et al., 2009).

Acesso(s) consultado(s):

Acesso: DPP 3157 – 3166 (glomerosporos cedidos por Dr. Y. Dalpé (DAOM 236361). Fornecedor: : Departamento of Plant Pathology, Sczcecin, Polônia. Dados gerais: Acesso coletado em amostras de solo rizosférico consistindo das espécies vegetais Asteraceae (Chamaemelum sp., Carduus sp., Chrysanthemum sp.), Boraginaceae (Echium sp.), Cistaceae (Cistus sp.) e Poaceae (Avena sp.), no Rio Tinto, Huelva, Espanha. Gloemrosporos inoculados em vasos de cultivos com as espécies vegetais Medicago sativa L., Allium porrum L., and Lactuca sativa L. (CANO et al., 2009). Estruturas micorrízicas: forma micorriza arbucular com espécies inoculadas em vasos de cultivo (CANO et al., 2009).

Posição filogenética: análises filogenéticas da região 18S do rDNA situam a espécie no clado A em Glomeraceae sensu Schüßler et al. (2001) com alta homologia com R. intraradices (Cano et al, 2009).

Descrição

Glomerosporos formados em raízes, no solo ou em pequenos clusters compostos por 2 a 5 glomerosporos cada (BAGO; DALPÉ, 2009). A espécie desenvolve glomerosporos jovens contendo três camadas (c1 membranosa, c2 unitária e c3 laminada) durante maturidade, completa a formação de uma quarta camada, flexível, posicionada entre c2 e c3 (CANO et al., 2009). Na presente análise foram observados glomerosporos maduros. Glomerosporos amarelos (A70M00C30), subglobosos, 68 x 72 µm, compostos por três camadas detectáveis quando jovens (BAGO; DALPÉ, 2009) e 214 por quatro camadas quando maduros, estágio que correspondeu ao acesso disponivel para presente análise (Figura 64: A – D). Primeira camada hialina, mucilaginosa, 1 – 2

µm, reativa ao Melzer (A50M60C50), seguida por segunda camada hialina, unitária, (1,2-) 2 (-2,7) µm; terceira camada hialiana a amarelo pálido 3,8 µm, flexível e quarta camada amarela, laminada, (1,2-) 1,5 (-2) µm, reativa ao Melzer, adquirindo tom vermelho intenso (A50M80C40). Hifa de sustentação reta, cilíndrica, atingindo 30 µm em comprimento e 7,5 µm em diâmetro. Parede da hifa 1,7 – 2,7 µm, contínua com a cor e composição da primeira e segunda camada do glomerosporo. Canal 2,2 µm com septo formado pela quarta camada.

Figura 64: R. . custos. A – Primeira camada (c1) e hifa de sustentação (hs); PVLG; barra de escala = 50 μm. B – Glomerosporos jovens; Melzer; barra de escala = 50 μm. C – Primeira camada do glomerosporos (c1), hifa de sustentação (hf) e septo (s); PVLG; barra de escala = 10 μm. D – Primeira camada (c1), septo (s) e primeira camada da hifa de sustentação (c1(hs)): mais espessa e pigmentada na base, estreitando-se e descolorindo-se ao longo do comprimento; PVLG; barra de escala = 10 μm.

Comentários

R. custos é a única espécie do gênero que desenvolve sua composição de parede completa apenas na maturidade, o que justificou os autores a descreverem seu 215 morfotipo joven separadamente de seu morfotipo maduro (CANO et al., 2009). Ademais, R. natalense, R. maiae, R. silesianum e R. venetianum são representantes do gênero que possuem padrão de cor, tamanho similar, com presença de quatro camadas na parede do glomerosporo, porém, se diferenciam por aspectos da composição de suas camadas. R. natalense apresenta reação ao Melzer na primeira e terceira camada, enquanto R. custos apresenta reação na primeira e quarta. Além disso, a primeira camada de R. natalense atinge dimensões máximas superiores aos limites máximos de R. custos (5,3 µm em relação a 2,5 µm) e a terceira camada de é laminada, enquanto em R. custos é flexível. A segunda camada de R. venetianum é laminada e mais espessa que a de R. custos, com propriedade expansiva ao PVLG, atingindo até 7,5 µm e reagindo ao Melzer, junto com a primeira e segunda camada. R. silesianum também apresenta reação na primeira e quarta camada, porém diferencia-se notoriamente por sua primeira camada flexível e reativa ao PVLG, expandindo-se e formando um halo, que separa-se da segunda camada a distância de 6,5 – 15, 8 µm. R. maiae, por sua vez, apresenta terceira camada laminada e quarta flexível, inversamente a R. custos, e ambas apresentam reação ao Melzer.

Espécie

Rhizoglomus fasciculatum (Thaxt.) Sieverd., G.A. Silva & Oehl ≡ Endogone fasciculata Thaxt. ≡ Glomus fasciculatum (Thaxt.) Gerd. & Trappe ≡ Glomus fasciculatus (Thaxt.) Gerd. & Trappe ≡ Rhizophagus fasciculatus (Thaxt.) C. Walker & A. Schüßler

Recapitulação histórica

Espécie descrita originalmente por Thaxter (1922) no gênero Endogone, revisada por Gerdemann e Trappe (1974), no qual foi transferida para gênero Glomus. Atualmente, a espécie compõe o gênero Rhizoglomus (Sieverding et al., 2014). Espécie amplamente distribuída pela costa do Pacífico (GERDEMANN; TRAPPE, 1974). Epíteto específico, do Latin, fasciculatus, faz referência o arranjo do cluster, 216 caracterizado por glomerosporos arranjados em grupos com disposição irregular. Origem do material tipo não identificada.

Status da revisão: análise compatível com descrição fornecida por Gerdemann e Trappe (1974).

Espécies consultadas

Acesso: OSC #80585 (não tipo), #61326 (não tipo) Fornecedor: Oregon Herbarium, Corvallis, Oregon, EUA. Dados gerais: Acesso coletado em 13/07/1972 em Chiapas, México. Estruturas micorrízicas: Forma micorriza arbuscular com diferentes espécies vegetais (GERDEMANN; TRAPPE, 1974). Posição filogenética: desconhecida.

Descrição

Agregados intactos não acessados. Poucos glomerosporos disponíveis em via úmida, o que dificultou documentar suas estruturas com boa precisão. Foi possível, por exemplo, verificar presença da hifa de sustentação, porém degradadas e não possível de obter registros fotográficos adequados e suas dimensões. Todavia, foi possível verificar dimensões dos glomerosporos e composição da parede. Glomerosporos formando pequenos agregados, 8 x 5 x 5 mm, irregulares ou globosos, sem perídio

(GERDEMANN; TRAPPE, 1974). Glomerosporos amarelo (A40M10C10), globosos, (41,8-) 89,1 x 94,5 (-145,8) μm. Parede composta por três camadas. (Figura 65: A – D)

A primeira é hialina a levemente amarelada (A30M00C00), 0,5 x 1,5 μm, unitária, acompanhada por uma camada amarela (A40M10C10), laminada, (2,2-) 4,4 (-5,4) μm a qual foi possível verificar ocasionalmente um padrão de quebra que confere a impressão de duas camadas de espessura similar. Terceira camada hialina, flexível e fina, < 1 μm.

Reação em Melzer adqurindo tom vermelho alaranjado (A40M40C20).

217

Figura 65: R. fasciculatum. A – Primeira e segunda camada do glomerosporo (c1 e c2); PVLG; barra de escala = 10 μm. B – Primeira e segunda camada do glomerosporo (c1 e c2); PVLG; barra de escala = 10 μm. C – Primeira e segunda camada do glomerosporo (c1 e c2); PVLG; barra de escala = 10 μm. D – Primeira e segunda camada do glomerosporo (c1 e c2); PVLG; barra de escala = 10 μm.

Comentários

A baixa disponibilidade de glomerosporos conservados em via úmida dificultou a visualização de suas características para avaliação precisa. Não foi possível, por exemplo, revisar a estrutura da hifa de sustentação. Contudo, foi verificada composição da parede compatível com descrição provida por Błaszkowski (2012), uma vez que as descrições prévias fornecidas por Thaxter (1922) e Gerdemann e Trappe (1974) não deixaram esclarecimentos detalhados sobre a natureza da parede, sendo informado basicamente suas dimensões totais e coloração. Outras espécies esporocárpicas sensu lato que produzem glomerosporos compostos por três camadas na parede, das quais a primeira é evanescente, seguida por camada laminada e flexível são G. badium e G. pansihalos (BERCH; KOSKE, 1986; OEHL, 2005). 218

G. badium possui glomerosporos mais escuros, marrom alaranjado a marrom avermelhado (OEHL et al., 2005), raramente globosos e menores que R. fasciculatum. Enquanto essa espécie apresenta primeira camada evanescente mais espessa, hialina e reage em Melzer, G. badium apresenta primeira camada evanescente hialina a pigmentada, não reativa. Sua segunda camada é menor do que as dimensões registradas para R. fasciculatum, enquanto terceira camada é notoriamente mais espessa e fortemente aderida a segunda camada, ao passo que a terceira camada de R. fasciculatum é facilmente separável da segunda camada e muito fina (< 0,5 μm). G. pansihalos apresenta glomerosporos amarelos a amarelos amarronzados, globosos a subglobosos, contrastando com padrão ovoide de R. fasciculatum, contendo apenas um hifa anexada, enquanto registra-se presença ocasional de duas para R. fasciculatum. A primeira camada de G. pansihalos é expressivamente mais espessa, atingindo até 15 μm, expansiva e granular, podendo apresentar colunas radiais, seguida por segunda camada laminada também apresentando maior espessura (3 – 8 (- 38) μm) e ornamentada com verrugas, enquanto R. fasciculatum apresenta camada laminada lisa. A terceira camada também é mais espessa, 1 – 2 μm. Espécie

Rhizoglomus intraradices (N.C. Schenck & G.S. Sm.) Sieverd., G.A. Silva & Oehl

≡ Glomus intraradices N.C. Schenck & G.S. Sm.

≡ Rhizophagus intraradices (N.C. Schenck & G.S. Sm.) C. Walker & A. Schüßler

Recapitulação histórica

Espécie descrita originalmente por Schenck e Smith (1982) no gênero Glomus, a partir de iniciativa de inventário na Flórida. Walker e Schüßler (2010) transferiram a espécie para Rhizophagus, gênero refutado por Sieverding et al. (2014), que acomodou a espécie em sua posição atual no gênero Rhizoglomus. Epíteto específico, do Latin, intra = dentro, radices = raízes, faz referência ao desenvolvimento dos glomerosporos em clusters intrarradicais. Material depositado no Oregon Herbarium (OSC), Oregon, holótipo, Florida Museu of Natural History (FLAS), Flórida, EUA e Harvard University (FH), Massachusetts, EUA, isótipos. 219

Espécies consultadas

Acesso: DPP 2733 (não tipo). Fornecedor: Departamento of Plant Pathology, Szczecin, Polônia. Dados gerais: Acesso coletado sob rizosfera de A. arenaria em 20/06/2006. Estruturas micorrízicas: Forma micorriza arbuscular com diferentes espécies vegetais (BŁASZKOWSKI , 2012). Posição filogenética: Membro do subgrupo ―b‖ do grupo Glomus A sensu Schwarzott et al. (2001), mais relacionado com as espécies R. irregulare, R. fasciculatum e R. vesiculiferum, com 60% em valor de suporte bootstrap para análise de Parcimônia.

Descrição

Glomerosporos formados em agregados no interior de raízes. Glomerosporos amarelo pálidos, (A20M00C00), globosos, (86,7-) 116,13 x 116,4 (-143) μm (Figura 66: A). Parede do glomerosporos composta por três camadas: uma camada externa evanescente, hialina, 1,5 – 3,4 μm, geralmente bem deteriorada, seguida por camada evanescente, hialina, 2,3 – 3,4 μm e camada amarelo pálida laminada, 5 μm.

(A20M00C00) (Figura 66: B, C). Hifa reta, ocasionalmente curvada ou constricta na base e com padrão de quebra dicotômico, atingindo 22 μm em comprimento e 8,4 – 14,7 μm em diâmetro, contínua em cor com parede do glomerosporo. Parede da hifa composta por três camadas contínuas com parede do glomerosporos, totalizando 4,8 μm (Figura 66: D). Canal 4 μm, septo não observado. Reação em Melzer nas três camadas, com a primeira tingindo tom violeta a azulado (A20M40C70), e segunda e terceira camadas vermelho púrpura (A20M40C30).

220

Figura 66: R. intrarradices. A – Glomerosporos; PVLG; barra de escala = 50 μm. B – Primeira, segunda e terceira camada do glomerosporo (c1, c2 e c3); PVLG; barra de escala = 10 μm. C – Primeira, segunda e terceira camada do glomerosporo (c1, c2 e c3); Melzer; barra de escala = 10 μm. D Primeira, segunda e terceira camada do glomerosporo (c1, c2 e c3) e primeira, segunda e terceria camada da parede do glomerosporo (c1(hs), c2(hs) e c3(hs); Melzer; barra de escala = 10 μm.

Comentários

O estado de conservação do holótipo inviabiliza a detecção precisa das estruturas originalmente descritas para espécie, sendo necessário recorrer a outros exemplares para estudo dessa espécie. De todas as espécies esporocárpicas sensu lato, glomerosporos de R. intraradices se assemelham a R. fasciculatum em relação ao tamanho, composição da parede – ambas espécies possuem três camadas na parede e padrão de cor, que varia em nuances de amarelo (GERDEMANN; TRAPPE, 1974). R. intraradices difere, contudo, pela presença de duas camadas evanescentes, contendo forte reação em Melzer seguida por camada persistente laminada, pouco reativa. R. fasciculatum, por sua vez, apresenta camada evanescente seguida por camada persistente laminada e uma terceira camada interna flexível, das quais as duas mais externas reagem ao Melzer (GERDEMANN; TRAPPE, 1974). 221

Schenck e Smith (1982) relataram a ocorrência, ocasionalmente, de uma quarta camada laminada na composição da parede de R. intraradices. Essa parede, no entanto, não foi constatada no acesso obtido. É possível que a separação da camada interna confira aparência de dupla camada nos glomerosporos, de acordo com seu grau de separação, contudo, o estado de conservação dos exemplares do tipo não se encontram em estado apropriado para confirmar a interpretação provida por Schenck e Smith (1982).

Espécie

Rhizoglomus manihotis (R.H. Howeler, Sieverd. & N.C. Schenck) Sieverd., G.A. Silva & Oehl ≡ Glomus manihotis R.H. Howeler, Sieverd. & N.C. Schenck ≡ Rhizophagus manihotis (R.H. Howeler, Sieverd. & N.C. Schenck) C. Walker & A. Schüßler

Status da revisão: análise compatível com descrição fornecida por Schenck et al. (1984).

Recapitulação histórica

Espécie descrita originalmente no gênero Glomus por Schenck et al. (1984) em iniciativa de inventariar espécies de FMA na Colômbia. G. manihotis foi coletado em rizosfera de Manihot esculenta Crantz, gramíneas e áreas submetidas à pastagem em diferentes regiões pela Colômbia. Posteriormente, foi transferido para gênero Rhizophagus por Walker e A. Schüßler (2010) junto a outras espécies glomoides com esporulação abundante no interior de raízes e acomodada atualmente no gênero Rhizoglomus, após refutação do gênero Rhizophagus (Oehl et al., 2011). Epíteto específico, do Latin, manihotis, faz referência a planta hospedeira em que a espécie foi amostrada. Material depositado no Oregon Herbarium (OSC), Oregon, isótipo, Florida Museu of Natural History (FLAS), Flórida, EUA e Harvard University (FH), Massachusetts, EUA, parátipo. 222

Espécies consultadas

Acesso: OSC #41498 (isótipo) Fornecedor: Oregon Herbarium, Corvallis, Oregon, EUA. Dados gerais: Acesso coletado em vegetação nativa e destina a pastagem em diferentes localidades na Colômbia. Estruturas micorrízicas: forma micorriza com Pueraria phaesoloides Benth., M. esculenta e Paspalum notatum Ness (SCHENCK et al., 1984). Posição filogenética: desconhecida.

Descrição

Glomerosporos formados em pequenos agregados no solo ou abundantemente em raízes de plantas (Figura 67: A). Glomerosporos hialinos a amarelo pálido

(A40M10C00), globosos, (156,2–) 172,1 x 1744 (–187,7) μm, compostos por três camadas na parede (Figura 67: B). Primeira camada hialina, mucilaginosa, evanescente e espessa, 6,3 μm, seguida por uma segunda camada hialina, laminada, permanente, também espessa, 9,6 μm em média. A terceira camada é amarela, (A40M10C00), laminada e fina, 3 μm. Schenck et al. (1984) descreveram essa parede como composta por duas lâminas de igual espessura, porém é possível observar no material tipo a presença de várias lâminas compondo a parede, a depender do estágio de maturidade do glomerosporos e pressão aplicada sobre a lâmina (Figura 67: B - C). Hifa difícil de observar em bom estado de conservação. Quando possível, apresenta forma reta ou curvada na base, atingindo 26,2 μm em comprimento e 19,9 μm em diâmetro, sendo contínua em composição e cor com as paredes do glomerosporos. Parede da hifa apresentando 10,8 μm em espessura, contínua com três camadas da parede do glomerosporo (Figura 67: D). Canal estreito na base, 1,3 – 2 μm, alargando-se na medida em que se estende a hifa, 13,8 μm. Septo não observado. Não há reação em Melzer.

223

Figura 67: R. manihotis. A – Glomerosporos no interior de raízes; PVLG; barra de escala = 500 μm. B – Primeira, segunda e terceira camada (c1, c2 e c3); PVLG; barra de escala = 40 μm. C – Segunda camada (c2) e terceira camada (c3) com laminações se separando; PVLG; barra de escala = 10 μm. D – Três camadas dos glomerosporos (c1, c2 e c3) e hifa contínua com segunda e terceira camada: a primeira camada também é contínua porém se descama mais rapidamente a partir da hifa; Melzer; barra de escala = 10 μm.

Comentários

Espécies esporocárpicas sensu lato que apresentam duas camadas laminadas e camada evanescente externa são G. mortonii, G. warcupii e R. clarum (ROSE; TRAPPE, 1980; BERCH; KOSKE, 1986; MCGEE, 1986; BENTIVENGA; HETRICK, 1991). Ambas as espécies desenvolvem-se em glomerocarpos epígeos. A camada externa evanescente de G. mortonii, assim como R. manihotis, é mucilaginosa, porém é fina, (0,6–) 0,8 (–1,2) μm e reage em Melzer (BENTIVENGA; HETRICK, 1991). Já G. warcupii apresenta segunda camada laminada disparadamente mais espessa, atingindo de (15–) 36 (–60) μm (MCGEE, 1986). É provável que futuramente, R. clarum e R. manihotis sejam sinonimizados. As espécies compartilham das mesmas características 224 morfológicas e sequências da espécie tipo de R. manihotis agrupam-lhe junto a R. clarum no subclado B do grupo Glomus A (SCHWARZOTT et al., 2001). Contudo, necessitam-se mais estudos populacionais, preferencialmente, a partir de espécimes coletadas nas localidades tipo, a fim de se melhor compreender a distribuição de caracteres em ambas. R. manihotis produz glomerosporos com limites máximos em diâmetro maiores que R. clarum (até 450 μm, confrontando-se com 150 μm registrados para R. clarum) e hifa de sustentação são frequentemente deterioradas. Além disso, Schenck et al. (1984) citam camada externa mais estreita para R. manihotis e cor distintivamente amarelada no conteúdo interno que dá cor ao glomerosporos. Essas últimas características não sustentam uma distinção, e na presente revisão, as dimensões para diferentes camadas de ambas as espécies se sobrepõem, bem como apresentam tons do conteúdo interno bastante similar. Outras espécies esporocárpicas sensu lato descritas com camada externa com aparência de ―halo‖ são F. halonatum e G. pansihalos (ROSE; TRAPPE, 1980; BERCH; KOSKE, 1986). Contudo, F. halonatum e G. pansihalos apresentam composição da parede formada por duas camadas, enquanto R. manihotis apresenta três camadas bem definidas. A estrutura das camadas também difere significamente. F. halonatum forma duas espessas camadas: a primeira, hialina, é amorfa, espessa, 8 – 12 (–20), e ocasionalmente possui estrias radiais, com aspecto descamado a medida que amadurece, seguida por camada laminada, 10 – 15 μm, ornamentada com espinhos (ROSE; TRAPPE, 1980). Tais características diferem completamente de R. manihotis, que produz glomerosporos abundantemente, com três camadas lisas, das quais a primeira é mucilaginosa. Além disso, F. halonatum forma glomerosporos marrons, em discretos aglomerados de 3 a 7 glomerosporos ao passo que R. manihotis forma glomerosporos caracteristicamente amarelados, com cor conferida pela terceira camada, mais interna, e desenvolve agregados abundantes em glomerosporos (ROSE; TRAPPE, 1980). G. pansihalos, por sua vez, forma glomerocarpos ao invés de agregados, glomerosporos amarelo amarronzado a marrom escuro alaranjado, e duas camadas na parede: a primeira composta de uma camada hialina expansiva espessa, 3 – 5 (–15) μm, com aspecto granular e que ao expandir-se, forma estrias radiais. A segunda parede é composta por camada laminada ornamentada com projeções (BERCH; KOSKE, 1986).

225

Espécie

Rhizoglomus microaggregatum (Koske, Gemma & P.D. Olexia) Sieverd., G.A. Silva & Oehl ≡ Glomus microaggregatum Koske, Gemma & P.D. Olexia

Recapitulação histórica

Espécie descrita originalmente por Koske et al. (1986) a partir de área de dunas na Califórnia, Havaí, Michigan e Costa Atlântica dos EUA. As amostras foram encontradas dentro de esporos inativos de outras espécies de FMA, onde ocorreu em agregados de 100 ou mais glomerosporos. Posteriormente, foi transferida para o gênero Rhizoglomus (SIEVERDING et al., 2014). Epíteto específico, do Latin, microaggregatum, refere-se a aparência dos glomerosporos que assemelha-se a espécie G. aggregatum, porém em menores dimensões em diâmetro. Depósito do material tipo não identificado.

Status da revisão: análise compatível com descrição fornecida por Koske et al. (1986).

Acesso(s) consultado(s)

Acesso: DPP 3058 – 3060 (não tipo). Fornecedor: Departament of Plant Pathology, Szceczin, Polônia. Dados gerais: Acesso coletado em 16/07/1989 em rizosfera de A. arenaria colonizando área de dunas marítimas na Polônia. Estruturas micorrízicas: desconhecidas. Posição filogenética: desconhecida.

Descrição

Clusters intactos não acessados. Glomerosporos formados isoladamente no solo ou em clusters, dentro de glomerosporos inativos de outros esporos de fungos (originalmente descritos na família Endogonaceae) (KOSKE et al., 1986).

Glomerosporos amarelo pálido a amarelo (A40M00C00 – A40M20C10), frequentemente 226 globosos, (20,5) 26,4 x 26,5 (-36) μm, poucas vezes subglobosos (21,5) 24 x 22,6 (25,3) μm (Figura 68: A – D). Compostos por duas a três camadas na parede: a primeira é hialina quando jovens, a amarelo (A40M20C10), persistente, unitária, 0,8 – 1,7 μm, e em alguns glomerosporos, observa-se a presença de outra camada de cor e espessura equivalentes (Figura 68: C); seguida por camada amarela (A40M20C10) membranosa, persistente, 1 μm. Hifa reta, (2,7-) 4 (-5) μm. Canal 0,7 μm, septo não observado. Reação em Melzer não observada.

Figura 68: R. microaggregatum. A – Glomerosporos maduros dispersos randomicamente entre perídio da gleba; Melzer; barra de escala = 50 μm. B – Glomerosporos jovens; Melzer; barra de escala = 50 μm. C – Primeira camada do glomerosporos (c1), hifa de sustentação (hf) e septo (s); PVLG; barra de escala = 10 μm. D – Primeira camada (c1), septo (s) e primeira camada da hifa de sustentação (c1(hs)): mais espessa e pigmentada na base, estreitando-se e descolorindo-se ao longo do comprimento; PVLG; barra de escala = 10 μm.

Comentários

G. glomerulatum forma agregados que produzem glomerosporos compostos por duas camadas na parede, além de padrão de cor similar a R. microaggregatum. A última, porém, apresenta glomerosporos menores, com dimensão máxima do diâmetro total inferior (50 μm) a dimensão máxima registradas para primeira (70 μm) 227

(SIEVERDING, 1977). R. microaggregatum apresenta camada unitária seguida por membranosa, ambas finas, 0,5 – 2 μm, além de uma terceira camada facultativa, equivalente à primeira, ao passo que G. glomerulatum apresenta camada laminada, espessa, 4 – 9 μm, seguida por camada interna flexível. R. aggregatum consite em espécie esporocárpica sensu lato do mesmo gênero que assemelha-se superficialmente a R microaggregatum, inclusive pela relatada formação dentro de outros glomerosporos de FMA (SCHENCK; SMITH, 1982; KOSKE, 1985). Contudo, glomerosporos R. microaggregatum são relativamente menores, possui composição da parede distinta de R. aggregatum, a qual é composto por duas camadas pigmentadas laminadas, bem como seu característico desenvolvimento por proliferação interna descrito por Koske (1985).

4.1.2.3. EMENDAS

Espécie

Acaulospora sporocarpia S.M. Berch

Recapitulação histórica

A espécie foi obtida no Arizona, EUA, coletada a partir de vegetação rasteira, por Jim Trappe em agosto de 1955. Também foram coletadas amostras no Paquistão, Hyberabad por S. Ahmad em abril de 1962. Os materiais oriundos de ambos os países foram analisados por Berch (1985), que providenciou a descrição da espécie formalmente. Em 2006, a espécie foi coletada no Novo México, EUA, por J. Caldwell em solo próximo à gramínea e espécies arbóreas. Constitui a primeira espécie descrita de FMA acaulosporoide que produz glomerocarpos, levando a proposição de uma emenda no gênero por Berch (1985). Epíteto específico, do Latin, sporocarpia, faz referência à formação de esporocarpo, condição inédita no gênero. Lâminas do tipo depositadas no Hebário da U.S. National Fungus Collections (BPI), Maryland, EUA.

Status da revisão: emenda. 228

Acesso(s) consultado(s)

Acesso: OSC #47836 (isótipo) e OSC #130504 (não tipo). Fornecedor: Oregon Herbarium, Corvallis, Oregon, EUA. Dados gerais: OSC #47836: espécie coletada em 15/08/1955 por Jim Trappe e Chris Walker sobre vegetação rasteira no solo, Arizona, EUA; OSC #130504: espécie coletada em 17/0/2006 por J. Caldwell no Novo México, Arizona, em vegetação rasteira (Bouteloua gracilis (Willd. ex Kunth) Lag. ex Griffiths) e espécies arbóreas (Pinus edulis Engelm. e Juniperus monosperma Sarg.). As amostras foram obtidas solitariamente ou ocasionalmente, duas amostras contíguas. Estruturas micorrízicas: desconhecidas. Posição filogenética: desconhecida.

Descrição

Glomerocarpos não observados. A literatura registra glomerocarpo irregular, marrom escuro, atingindo 2,5 x 1,5 x 1,5 cm. Fotografia disponível em MyCoPortal, Oregon State University Herbarium (http://mycoportal.org) do espécime OSC #130504 registra glomerocarpos de A. sporocarpia atingindo (1,6) 2 x 3 (4,20 cm (Foto 69 - A). O material tipo analisado restringiu-se basicamente as cinco lâminas preparadas por Chris Walker, oriundas da amostra de solo depositada no herbário de Oregon.

Glomerosporos vermelho escuros a negros (A40M90C80 - A40M60C50), aparentemente globosos a subglobosos (não houve disponibilidade de glomerosporos intactos para aferir formas e providenciar as dimensões, tendo a primeira sendo respaldada apenas por observação direta). Glomerosporos composto por duas paredes (Foto 69 - B). A primeira parede é laminada, quebradiça (similar a Ambispora spp.), descrita originalmente como enrugada, avermelhada escura (A40M60C50), (5,17–) 6,9 (– 8,3) μm (Foto 69 – C, D). Apenas uma camada visível, contínua com o sáculo esporífero. A parede interna é levemente pigmentada com tom ocre (A40M20C30), (6,9–) 8,5 (–10,2) μm em totalidade, composta por três camadas: primeira camada da parede interna flexível, com aparência rugosa (descrita originalmente como ―áspera‖) (similar à primeira camada descrita para A. rugosa), 5,64 μm; segunda e terceira camada são laminadas, ≅ 1,19 μm cada, fortemente aderidas, separando-se apenas sob grande 229

pressão (Foto 69 – C, D). Sáculo esporífero ocre (A40M20C30), não foi possível obter amostras com sáculo íntegro para aferir dimensões. Hifa do sáculo esporífero aparentemente aderida às paredes do glomerosporo, menos pigmentado, atingindo até 71,24 μm. Não foi observada cicatriz típica de Acaulospora nas lâminas acessadas, é possível que além da forma disposta sob as lâminas, que pode ter sobreposto a cicatriz com pressão exercida sobre glomerosporos, a própria tonalidade escura da espécie dificulte sua observação. A hifa é mais estreita na base, 22,38 μm, espessando-se ao distanciar do ponto de inserção, 35,85 μm. Parede da hifa do sáculo, inversamente, é mais espessa na base, 3,9, estreitando-se até 2,6 μm na porção terminal. Presença de reação em Melzer na segunda parede do glomerosporos, atingindo coloração levemente púrpura (A00M20C10) (Foto 70 - D).

Figura 69: A. sporocarpia. A – Glomerocarpos de A. sporocarpia, acesso OSC #130504 (foto obtida no banco de dados do herbário de Oregon, EUA, disponível em http://mycoportal.org/); barra de escala = 2 cm. B – Parede externa (pe) e parede interna (pi) do glomerosporo; PVLG; barra de escala = 10 μm. C – Primeira, segunda e terceira camadas da parede interna (c1(pi), c2(pi) e c3(pi)); Melzer; barra de escala = 10 μm. D – Primeira, segunda e terceira camadas da parede interna (c1(pi), c2(pi) e c3(pi)) e presença de reação em Melzer na parede interna (pi); Melzer; barra de escala = 10 μm. 230

Comentários

A. sporocarpia consiste na única espécie do gênero que produz glomerocarpos registrada até o período atual. Considerando que o desenvolvimento dos glomerosporos de A. sporocarpia são os mesmos conhecidos para as espécies não esporocárpicas (sensu lato), Berch (1985) propôs uma emenda para incluir a espécie no grupo, chamando a atenção, contudo, para a necessidade de eleger um novo gênero para acomodar espécies de Acaulospora capazes de formar clusters/ glomerocarpos que sejam descritas. A ausência de dados moleculares inviabiliza o entendimento da posição filogenética desta espécie e se sua produção de glomerocarpos realmente demanda a acomodação em novo clado ou trata-se de um estado convergente dentro do gênero. A coleta de novas amostras é imprescindível para o sucesso dessas análises, bem como a avaliação minuciosa dos caracteres taxonômicos determinantes para reavaliação de sua atual posição sistemática. Os glomerosporos de A. sporocarpia apresentam cor singularmente escura, do marrom avermelhado a negro, similar a Acaulospora elegans Trappe & Gerd e Acaulospora elegans Trappe & Gerd, todavia, as espécies diferem fortemente em relação à composição de suas paredes. A. elegans apresenta parede externa ornamentada com espinhos e retículos, seguida por parede interna composta por duas camadas, assim como A. tuberculata possui tubérculos como ornamentação nessa parede, acompanhada por uma parede média e interna, enquanto A. sporocarpia apresenta parede externa com aparência enrugada, seguida por parede interna composta por três camadas. (GERDEMANN; TRAPPE, 1974; JANOS; TRAPPE, 1982). Acaulospora laevis Gerd. & Trappe apresenta parede externa com aspecto enrugado como A. sporocarpia, porém apresenta parede interna composta por duas camadas, na qual a segunda também possui aspecto enrugado, mais sutilmente, ao passo que A. sporocarpia apresenta camadas na parede internas lisas (GERDEMANN; TRAPPE, 1974).

Espécie

Glomus clavisporum (Trappe) R.T. Almeida & N.C. Schenck 231

≡ Sclerocystis clavispora Trappe = Sclerocystis microcarpus S.H. Iqbal & Perveen

Recapitulação histórica

G. clavisporum foi descrito originalmente como S. clavispora por Trappe (1977), a partir de amostras coletadas em Veracruz, México, durante pesquisa conduzida para coleta de fungos hipógeos. A espécie foi obtida por análises de solo mediante a técnica de peneiramento úmido seguido por decantação descrita por Gerdemann e Nicolson (1963), coletado entre gramíneas e herbáceas. O material foi depositado nas coleções de Oregon (OSC), holótipo e parátipo e Instituto Politécnico Nacional (ENCB), Isótipo.

Status da revisão: emenda.

Acesso(s) consultado(s)

Acesso: OSC #38845 (holótipo). Fornecedor: Oregon Herbarium, Corvallis, Oregon, EUA. Dados gerais: Espécie coletada em 13/06/1972 por Jim Trappe entre raízes de gramíneas e herbáceas. Estruturas micorrízicas: não conhecidas. Posição filogenética: não conhecida.

Descrição

O material tipo se encontra em ótimo estado de preservação. Apesar de alguns glomerosporos encontrarem-se parasitados por bactérias, não compromete a qualidade da maioria dos glomerosporos. Glomerocarpos 0,5 x 0,6 cm, com aparência externa verrucosa devido à exposição dos glomerosporos, conforme relatado por Trappe (1977). Os glomerosporos encontram-se fortemente compactados, dispostos paralelamente, sem perídio, em duas a mais camadas, orientadas a partir de um plexo central (Figura 70: A). Glomerosporos baciliformes (25–) 29,3 x 140 (–145) μm, contendo duas camadas na parede, ambas contínuas com a hifa de sustentação (Figura 70: B, C). A primeira, não descrita 232 originalmente, é fina, ≅ 0,85 μm, hialina, evanescente, difícil de detectar na maioria dos glomerosporos e, quando presente, observam-se porções aderidas a lateral ou hifa dos glomerosporos. A segunda camada é laminada, laranja amarronzado (A40M40C20), fina lateralmente (2,9–) 3,6 (–5) μm e larga no ápice, 24,6 μm e base (14,7–) 18,7 (–24,7) μm. Hifa do glomerosporos 6 μm em média em diâmetro e (12,3–) 24,6 (–35,7) em extensão, valores maiores do que observado por Trappe (1977) (Figura 70: C). A parede fina da hifa é levemente espessada na porção inicial da base, 2,31 μm e afinando ao longo da extensão para 0,85 μm em média. O canal é longo, apresentando 17,6 μm em média em comprimento e 2,7 μm em largura, frequentemente aberto. Septo, quando observado, atinge de 1,28 μm em comprimento e 1,9 μm em espessura, formado em porção distal (Figura 70: C). Plexo central 695 x 669 μm. Hifas do plexo central ≅ 2,1 em média, amarelo claro (A40M10C00) (Figura 70: D). Não há reação em Melzer.

Figura 70: G. clavisporum. A – arranjo radial típico de G. clavisporum; PVLG; barra de escala = 50 μm. B – Primeira e segunda camadas (C1 e C2); PVLG; barra de escala = 10 μm. C – Primeira e segunda camadas (C1 e C2) e hifa de sustentação (hs) com septo (s); PVLG; barra de escala = 10 μm. D – Plexo central (pc); Melzer; barra de escala = 30 μm. 233

Comentários

G. clavisporum, G. rubiforme e G. taiwanensis são representantes das espécies descritas originalmente como Sclerocystis, que se organizam ao redor de um plexo central, a partir de uma ou mais hifas esporógenas de parede espessa, radialmente ou lado a lado, formando glomerocarpos sem perídio (WU; CHEN, 1987; KHADE, 2008). Todavia, a estrutura peculiarmente clavada de G. clavisporum diferencia-lhe de G. rubiforme. Além disso, G. rubiforme é formado por uma única hifa esporógena do plexo central, que orienta a organização radial dos glomerosporos no glomerocarpo, ao passo que G. clavisporum é orientado a partir de várias hifas esporógenas, que orientam a organização lado a lado (KHADE, 2008). G. taiwanensis também possui glomerosporos clavados e organização a partir de mais de uma hifa esporógena, mas desenvolve glomerocarpos menores (< 0,3 cm) em comparação com G. clavisporum (até 0,8 cm) (WU; CHEN, 1987). Além das dimensões do glomerocarpo, foi apontado como caractere separador entre as G. taiwanensis e G. clavisporum, em chave proposta por Wu (1993), a presença de uma camada evanescente na parede de G. taiwanensis, porém a presente emenda esclarece que G. clavisporum também apresenta camada evanescente na composição de sua parede.

Espécie

Glomus microcarpum Tul. & C. Tul.

≡ Glomus microcarpus Tul. & C. Tul.

≡ Endogone microcarpa (Tul. & C. Tul.) Tul. & C. Tul.

= Endogone neglecta Rodway

Recapitulação histórica

Espécie descrita originalmente por Tulasne e Tulasne (1844), a partir de amostra coletada na França, constituindo primeira espécie do filo Glomeromycota e primeira espécie esporocárpica descrita, junto a G. macrocarpum. Devido à definição vaga da 234 espécie, os irmãos Tulasne complementaram a descrição, fornecendo maiores detalhes acerca da morfologia da espécie (TULASNE; TULASNE, 1851). Considerando, contudo, que mesmo complementando a vaga descrição realizada previamente, os irmãos Tulasne não designaram um holótipo para o filo, gerando uma imprecisão na base de sua consolidação taxonômica, Berch e Fortin (1984) realizaram iniciativa de propor um lectótipo, a partir de amostra coletada na Itália. Epíteto específico, do Latin, faz referência aos pequenos glomerocarpos formados pela espécie. Material depositado no Muséum National d'Histoire Naturelle (PC), Paris, França, lectótipo.

Status da revisão: Emenda.

Acesso(s) consultado(s)

Acesso: OSC #34595 (não tipo), OSC # 63398 (não tipo), OSC #63404 (não tipo) e UFRN – Fungos 3279 (não tipo). Fornecedor: Oregon Herbarium, Oregon, EUA e Universidade Federal do Rio Grande do Norte, Rio Grande do Norte, Brasil. Dados gerais: acesso OSC #34595 coletado em Benton County, Oregon, EUA em 1939 em floresta de carvalho; acesso OSC # 63398 coletado em Fushimi-ku, Momoyama, Japão em 04/07/1975 em área de floresta densa; acesso OSC #63404 coletado em Yaita Prefectural Park, Tochigi, Japan, em 15/07/1975, em plantação de Chamaeryparis obtusa; acesso UFRN – Fungos 3279 coletado em Fond de Gras, França, em 17/12/2002. Estruturas micorrízicas: Forma micorriza arbuscular com diferentes espécies vegetais em condição de campo em culturas armadilhas (BLASKOWSKI, 2012). Posição filogenética: desconhecida.

Descrição

Glomerocarpo ochre a marrom, (A40M20C30 – A40M40C60) recoberto parcialmente ou totalmente por perídio (gleba angiocárpica ou gimnocárpica), gleba não diferenciada, isto é, contínua com perídio em cor e composição da hifa, estas hialinas a amarelo claro (A20M00C00), densamente entrelaçadas, 3 – 3,7 μm, não reativas ao Melzer, formando uma matriz com aspecto gelatinoso (Figura 71: A, B). 235

Glomerosporos hialinos a amarelo claro (A40M10C10), globosos, (41,3-) 44,3 (-47) μm, compostos por duas camadas na parede (Figura 71: C - F). A primeira camada é hialina, evanescente, 1,2 μm, usualmente ausente ou deteriorada, seguida por camada amarelo claro, (A40M10C10), 7,7 a 11,3 μm, laminada. Reação em Melzer na segunda camada, atingindo tom vermelho amarronzado (A40M50C40). Hifa de sustentação reta, 4 μm em diâmetro, atingindo 10,7 – 36,7 μm em comprimento, contínua a parede do glomerosporo em composição e cor, com parede 1,7 μm (Figura 71: F). Canal 1,3 μm. Septo quando presente, composto por lâmina mais interna da segunda camada.

236

Figura 71: G. microcarpum. A – Glomerosporos; presença de três camadas na parede (c1, c2 e c3); Melzer; barra de escala = 10 μm. B – Primeira, segunda e terceira camada na parede do glomerosporo (c1, c2 e c3), contínuas a hifa de sustentação (c1(hs), c2(hs) e c3(hs)); Melzer; barra de escala = 10 μm. C – Primeira, segunda e terceira camada na parede do glomerosporo (c1, c2 e c3); Melzer; barra de escala = 10 μm. D – Primeira, segunda e terceira camada na parede do glomerosporo (c1, c2 e c3), contínuas a hifa de sustentação (c1(hs), c2(hs) e c3(hs)); Melzer; barra de escala = 10 μm.

Comentários

Os acessos analisados encontraram-se de acordo com descrição prévia fornecida em proposta de lecótipo por Berh e Fortin (1984), a exceção da existência de uma camada adicional nos acessos verificados, externa a camada hialina. Błaszkowski (2012) discute sobre isso em seu livro, apontando essa condição como consequência da alta variabilidade da espécie em termos de desenvolvimento, seja isoladamente no solo, em clusters ou em glomerocarpos com ou sem perídio. Błaszkowski (2012) avaliou que, além do envelhcimento natural da camada evanescente, que tende a desaparecer nas espécies do filo ao atingirem maturidade, o próprio perídio e gleba exercem papel protetor a estrutura dos glomerosporos, quando revestidos, e a ausência da camada evanescente esteja também relacionada com a presença/ ausência dessas estruturas. Na publicação do lecótipo, Berch e Fortin (1984) descreveram G. microcarpum com apenas uma camada na parede a partir de amostra coletada na Itália, mesma área de origem a qual os irmãos Tulasne redescreveram a espécie, detalhadamente (TULASNE; TULASNE, 1851). Todavia, na análise de amostra oriunda da França, considerada nesta presente revisão, foi possível verificar a presença de duas camadas na parede. Blaskowski (2012) também observou a presença de duas camadas em amostras coletadas na Polônia, contudo, não exerceu inicativa formal em propôr uma emenda formal, justiificando-se na presente tese a realiação dessa ação. Outras espécies no gênero Glomus que apresentam padrão em cor e composição de parede similar a G. microcarpum são G. macrocarpum, G. nanolumen e G. pallidum (BERCH; FORTIN, 1983, 1984; KOSKE; GEMMA, 1990). G. macrocarpum também desenvolve glomerosporos em clusters e glomerocarpos, porém diferencia-se acentuadamente pela dimensões totais dos glomerosporos, cujas dimensões mínimas são quase o dobro das dimensões máximas de G. microcarpum (BERCH; FORTIN, 1983, 1984). Além disso, G. macrocarpum apresenta reação na primeira camada, flexível, 237 enquanto G. microcarpum apresenta reação na segunda camada (BERCH; FORTIN, 1983, 1984). G. nanolumen também produz glomerosporos hialinos a amarelo pálido, pequenos e compostos por duas camadas na parede, das quais a primeira é evanescente e a segunda camada é laminada e espessa (KOSKE; GEMMA, 1990). Contudo, seu desenvolvimento é exclusivamente em glomerocarpos, sem perídio e seus glomerosporos apresentam características marcadamente distintivas, como seu diminuto lúmen na hifa de ssutentação, atributo diagnóstico da espécie, bem como sua parede extremamente variável em forma ao longo de sua extensão e presença de reação rosada ao Melzer na segunda camada (KOSKE; GEMMA, 1990). G. nanolumen trata-se de uma espécie descrita originalmente a partir de amostra coletada em ambiente de ilha, o que sugere um possível endemismo, considerando o potencial em termos de especiação para esses ambientes. G. pallidum produz glomerosporos exclusivamente em glomerocarpos com perídio pouco desenvolvido e gleba não diferenciada, sem presença de reação nos glomerosporos e sua segunda camada é consideravelmente mais espessa (HALL, 1977).

Espécie

Glomus nanolumen Koske & Gemma

Recapitulação histórica

Material tipo coletado em dunas marítimas da costa de Kauai, Polihale State Park, Havaí, com lâminas depositadas nos herbários de Oregon (OSC), holótipo e Farlow Herbarium, Bernice P. Bishop Museum e Kew, isótipos. A espécie encontrava- se associdada em campo com raízes de Scaevola sericea Vahl. e Ipomoea stolonifera (Cyrill.) J. F. Gmel. Seu epíteto específico, nanus + lumen faz referência à diminuta dimensão de seu lúmen da hifa. Material tipo depositado no herbário de Oregon (OSC), Oregon, EUA, holótipo e Harvard University (FH), EUA e Kew (K), England, EUA, isótipos.

238

Status da revisão: emenda.

Acesso(s) consultado(s)

Acesso: OSC #49585 (holótipo), DPP 649 (isótipo). Fornecedor: Oregon Herbarium, Corvallis, Oregon, EUA. Dados gerais: Espécie coletada em 24/11/1987 por R. E. Koske em dunas marítimas da costa de Kauai, Havaí, em amostras de solo rizosférico pertencente as espécies vegetais S. sericea e I. stolonifera. Estruturas micorrízicas: desconhecidas. Posição filogenética: desconhecida.

Descrição

Forma cluster compactos compostos por dezenas a centenas de glomerosporos. Não há gleba nem perídio. As hifas observadas nos agregados são finas e de parede fina e delicada, levemente pigmentadas (A30M10C00), da mesma coloração observada na primeira camada da parede do glomerosporos. Glomerosporos hialinos, altamente irregulares quanto à forma, variando de subglobosos, (23,3–) 30,9 x 35,4 (48,4) μm, amplamente elipsoides, (19,9–) 31,2 x 36,7 (–46,2) μm, ou raramente globosos, 43 x 44 μm (Figura 72 - A). Parede do glomerosporos formada por duas camadas na parede: a primeira hialina, amarelo alaranjado (A30M10C00), fina, 0,5 x 0,8 μm, permanente, seguida de segunda camada hialina, laminada, espessa (4,4–) 7,6 (–11) μm (Figura 72 - B e D). Ambas as camadas contínuas com a hifa de sustentação. Hifa de sustentação em forma de funil, variando de (7,41–) 10,8 (–15,23) μm. Primeira camada da hifa fina, 0,8 μm e segunda camada mais espessa, (2,78–) 4,8 (–7,87). Em glomerosporos pressionados, linhas de fraturas emergem desta camada. Lúmen reduzido, estreito na base, 0,83 μm levemente espessando-se em sua continuidade, 2,57 μm. Septo não observado. Reação em Melzer observada na segunda camada, atingindo tonalidade levemente rosada (A30M30C00) (Figura 72 – C e D), característica não descrita originalmente. A reação tende enfraquecer no sentido de fora para dentro do glomerosporos.

239

Figura 72: G. nanolumen. A – Fragmento de cluster de G. nanolumen; PVLG; barra de escala = 20 μm. B – Primeira e segunda camada (c1 e c2): é possível verificar variações quanto à espessura ao longo da segunda camada (c2); PVLG; barra de escala = 10 μm. C – Reação em Melzer, adquirindo tom levemente rosado; Melzer; barra de escala = 10 μm. D – Primeira e segunda camada (c1 e c2), presença de reação em Melzer a partir da segunda camada (c2); Melzer; barra de escala = 10 μm.

Comentários

G. cerebriforme, G. fuegianum e G. microcarpum constituem glomerosporos glomoides hialinos ou levemente amarelados, com parede composta por duas camadas e diâmetro da célula em conformidade com a variação registrada para G. nanolumen (mínimo ≅ 20 e máximo ≅ 70). Todavia, G. nanolumen apresenta características distintivamente marcantes das demais espécies. Macroscopicamente, G. nanolumen de distingue das referidas espécies pelo desenvolvimento em clusters compactos de dimensões pequenas (90 x 250 μm). G. cerebriforme forma grande cluster, com cerca de 1,5 cm registrado, caracteristicamente lobado e disposto ao redor de uma área central oca. Além disso, é registrada também a presença de rizomorfa. Já G. fuegianum e G. microcarpum constituem verdadeiros glomerocarpos. 240

Microscopicamente, sua espessa camada interna laminada, cuja dimensão média é notoriamente superior (G. cerebrifome = 0,7 μm; G. fuegianum = 3,9 μm; G. microcarpum = 1,9 μm e G. nanolumen = 7,6 μm) (TUSLANE; TUSLANE, 1844; MCGEE, 1986; SPEGAZZINI, 1887). G.cerebriforme apresenta ainda uma camada fina e flexível, contrastando com a espessa camada laminada de G. nanolumen. Além disso, ao aplicar-se pressão contra glomerosporos de G. nanolumen em lâminas, observa-se a formação de fraturas radiais na segunda camada, que em alguns casos, chega a fragmenta-las. Essa propriedade de formação de fraturas radiais na parede do glomerosporos é detectada no gênero Glomus apenas em G. atrouva, espécie glomerocárpica pigmentada, de dimensões superiores a G. nanolumen (100 x 100 – 180 x 200 μm) (KOSKE; GEMMA, 1990; MCGEE; TRAPPE, 2002). Outra propriedade notável de sua parede é a própria variação admitida ao longo de seu perímetro: no mesmo glomerosporos é possível observar regiões mais estreitas a regiões mais dilatadas, variando de (3,41–) 5,01 x 12,65 (–15,14). Ao montar lâminas da espécie tipo, verifica-se a presença de uma fraca reação em Melzer na segunda camada do esporo, atingindo tom levemente rosado (A30M30C00), não documentada na descrição original da espécie. Apenas na segunda camada de G. microcarpum é possível detectar reação em Melzer, todavia, particularmente intensa, atingindo tons de marrom avermelhado a púrpura. Observa-se ainda uma ―tendência centrípetra‖ quando a longevidade da reação em Melzer, que com o passar do tempo, tende a desaparecer, no sentido de fora para dentro.

Glomus radiatum (Thaxt.) Trappe & Gerd.

≡ Endogone radiata Thaxt.

Recapitulação histórica

A espécie foi originalmente descrita por Thaxter (1922) como E. radiata, encontrada entre a serapilheira, sobre a superfície de pequenos fragmentos de madeira, em agosto de 1896, Guerrish Island e Kittery Point, EUA, e em solo próximo a Sphagnum sp., 1901, Little Metis. Canadá. Inicialmente, foi confundida com E. microcarpa (= G. microcarpum), porém apresenta características marcadamente distintas, em relação aos seus glomerosporos, raramente globosos e em relação ao seu 241 glomerocarpo, especificamente seu arranjo radial, que é perdido a medida que os glomerosporos desviam-se de sua base inicial (THAXTER, 1922). Além disso, os glomerosporos encontram-se embebidos em uma matriz fibrosa densa (THAXTER, 1922). Posteriormente, a espécie foi analisada por Gerdemann e Trappe (1974), sendo transferida para o gênero Glomus. Gedermann e Trappe (1974) reportaram a ocorrência de G. radiatum para áreas de altitude em Cascade Range, Oregon e Washington, em outubro e novembro, espécimes coletados em condição hipógea. Seu epíteto específico, do Latin, radiatus, faz referência ao arranjo radiado dos glomerocarpos na base dos glomerocarpos (GERDEMANN; TRAPPE, 1974). Material tipo depositado no herbário de Oregon (OSC), EUA, holótipo.

Status da revisão: emenda.

Acesso(s) consultado(s)

Acesso: OSC #61607 (não tipo) e OSC #OSC #: 108913 (não tipo). Fornecedor: Oregon Herbarium, Corvallis, Oregon, EUA. Dados gerais: OSC #61607: /espécie coletada em 04/13/1998 por D. Mitchel em Laurel Mountatin, West Virginia, EUA, próximo as espécies vegetais Quercus rubra Rugel ex A.DC., Acer rubrum L., Liriodendron tulipifera L., Nyssa sylvatica Marshall. OSC #108913: Espécie coletada em 09/09/1999 por R. Davis na Willamette National Forest, Lane, Oregon, EUA, em solo próximo a Chamaecyparis nootkatensis (D.Don) Sudw. e Alnus sp. Estruturas micorrízicas: hifas do perídio produzem vesículas terminal e intercalarmente com presença de septos (THAXTER, 1922). A produção de ―vesículas de parede grossa‖ foi também registrada por Gerdemann e Trappe (1974), muito parecidas com os glomerosporos. Posição filogenética: desconhecida.

Descrição

Glomerocarpos grandes, 0,4 x 0,5 cm em cor predominantemente amarelo esbranquiçado (A30M10C10), porém apresentando tons esverdeados (A70M20C30) (Foto 73: A). Porções da superfície contêm partículas orgânicas aderidas, conferindo cor marrom, porém não constitui parte do glomerocarpo e, portanto, não representa sua cor 242

(Figura 73 – A). Gleba amarela amarronzada (A90M30C40) com glomerosporos embebidos randomicamente em uma matriz densa de hifas, que variam do hialino ao amarelo claro (A40M00C10) (Foto 73 – B). O arranjo extremamente denso das hifas da gleba (estrutura parenquimatosa) inviabilizou aferir suas dimensões, porém verifica-se que a matriz é constituída por hifas finas, de parede proporcionalmente finas, irregularmente septadas e altamente ramificadas e entrelaçadas (Foto 73 – C, D). As hifas da gleba reagem ao Melzer, adquirindo tom laranja avermelhado (A70M70C10). Glomerosporos globosos (76–) 97,7 x 102,8 (–115,7) μm, elipsoides (86,2–) 101,7 x 124,7 (–137,6) μm a amplamente elipsoides 88,3 x 127,6 μm, hialinos, amarelo esbranquiçado (A10M00C00) a claro (A40M00C10), com duas camadas na parede (Foto 73 – D, E). A primeira, não descrita originalmente, é persistente, hialina e fina 0,44 μm, seguida de uma camada laminada, amarelo claro (A40M00C10), espessa 9,6 μm, e contínua com a hifa de sustentação, 15,9 μm em diâmetro e 13 μm em extensão, com parede 2,8 μm em espessura, apresentando poro aberto. Apenas o perídio reage ao Melzer (Foto 73 – E).

243

Figura 73: G. radiatum. A – B: Glomerocarpos de G. radiatum; barra de escala = 0,2 cm e 0,1 cm, respectivamente; C – Fragmento obtido através de corte do glomerocarpo: os glomerosporos encontram- se dispersos em meio ao perídio; PVLG; barra de escala = 100 μm; D – Detalhe do perídio, estrutura parenquimatosa; PVLG; barra de escala = 50 μm; E – Primeira e segunda camadas do glomerosporos (c1 e c2) e hifa de sustentação (hs); PVLG; barra de escala = 50 μm; F – Reação em Melzer no perídio; Melzer; barra de escala = 10 μm.

Comentários

244

Não há nenhuma espécie pertencente ao filo Glomeromycota que desenvolva glomerocarpos de forma acrógina, conforme descrito por Thaxter (1922). O arranjo radial dentro da gleba também constitui um caráter único dentre as espécies do filo. Outras espécies que produzem glomerocarpos com glomerosporos pequenos, hialinos a amarelo pálido, são G. arborense e G. microcarpum. G. arborense forma massas maiores, 2 x 1 x 1 cm (citar), mas carece de informações mais detalhadas sobre a estrutura de seus glomerocarpos (MCGEE, 1996), inviabilizando uma análise comparativa. Sabe-se, contudo, que seus glomerosporos apresentam parede composta por uma única camada, persistente, de aparência fortemente áspera, diferente de G. radiatum, que apresenta duas camadas na parede e cuja camada persistente na parede é lisa. G. microcarpum forma glomerocarpos ou clusters e quando há formação em glomerocarpos, a esporulação é randômica ao invés de radial, sem desenvolvimento acrógeno. Apesar da composição da parede ser similar, a camada laminada de G. radiatum atinge dimensões notoriamente maiores (até 9,6 μm), em contraste com limites de até ≅ 3,0 μm registrados para G. microcarpum (BERCH; FORTIN, 1984). G. cerebriforme, por sua vez, apresenta composição da parede do glomerosporos marcadamente distinta, contendo camada laminada seguida por camada flexível na parede. Ademais, seu glomerocarpo atinge proporções consideráveis (até 5 cm) e possui estrutura lobada e dobradiça ao longo de um eixo central, além de hifas análogas a rizomorfa conectando as massas ao solo.

Espécie

Rhizoglomus vesiculiferum (Thaxt.) Błaszk., Kozłowska, Niezgoda, B.T. Goto & Dalpé ≡ Endogone vesiculifera Thaxt. ≡ Glomus vesiculiferum (Thaxt.) Gerd. & Trappe ≡ Glomus vesiculifer (Thaxt.) Gerd. & Trappe ≡ Funneliformis vesiculiferum (Thaxt.) C. Walker & A. Schüßler ≡ Rhizophagus vesiculiferus (Thaxt.) C. Walker & A. Schüßler

Recapitulação histórica

245

Espécie descrita originalmente por Thaxter (1922) como E. vesiculifera. Posteriormente revisada por Gedermann e Trappe (1974), que lhe agruparam no gênero Glomus, como G. vesiculifer. Ambas descrições, contudo, deixam lacunas na caracterização da estrutura da parede do glomerosporos e hifa. Após sucessivas revisões sistemáticas, incluindo inserção no gênero Rhizophagus ressuscitado por Walker e. Schüßler (2010), a espécie ocupa atualmente o gênero Rhizoglomus (SIEVERDING et al., 2014). Epíteto específico, do Latin, vesiculifer, faz referência à presença de vesículas junto aos glomerosporos. Material tipo depositado no herbário de Oregon, Oregon, EUA, holótipo.

Status da revisão: emenda.

Acesso(s) consultado(s)

Acesso: OSC #28727 (não tipo). Fornecedor: Oregon Herbarium, Corvallis, Oregon, EUA. Dados gerais: acesso coletado em casa de vegetação pertencente a Stockholm University Institution, Oregon, EUA. Estruturas micorrízicas: desconhecidas. Posição filogenética: Membro do subgrupo ―b‖ do grupo Glomus A sensu Schwarzott et al. (2001), mais relacionado com as espécies R. irregulare, R. fasciculatum e R. R. intrarradices, com 60% em valor de suporte bootstrap para análise de Parcimônia.

Descrição

Glomerosporos formando pequenos agregados, distribuídos em uma rede de hifas entrelaçadas (Figura 74 – A). Matéria orgânica aderida à superfície dos agregados.

Glomerosporos amarelo amarronzado (A60M40C30) globosos, (78,9–) 84,3 x 85,4 (– 96,6) μm. Parede composta por duas camadas: a primeira hialina, fina, evanescente, < 1,0 μm, frequentemente ausente ou parcialmente completa em glomerosporos maduros e, quando presentes, descamam-se em padrão ondulado/ enrugado (Figura 74 – B).

Segunda camada hialina a levemente amarelada, (A40M20C20), laminada, (1,92–) 2,56 (– 3,2) μm, ocasionalmente separando-se sobre a pressão aplicada a lâmina. Hifa reta ou recurvada na base, cor similar ao glomerosporos (Figura 74 – B, D), atingindo 246 comprimento de 20,4 – 163,6 μm e diâmetro 6,8 – 11,8 μm. Parede da hifa 1,2 – 2,1 μm, contínua a parede do glomerosporos e de cor similar. Canal 2 μm em diâmetro, septo formado por laminação mais interna da segunda camada da parede, porém não foi possível determinar medidas com precisão. Conteúdo citoplasmático granuloso, com distribuição homogênea ao longo do interior do glomerosporos. Podem ser observadas várias vesículas hialinas a levemente amareladas (A30M10C10), alongadas ou irregulares, 45,9 x 73,8 μm, característica diagnóstica da espécie (Figura 74 – C). Reação em

Melzer não reportada na descrição original, adquirindo tom vermelho claro (A60M50C10) no glomerosporos frescos, recém preparados em lâminas, a primeira camada, porém, tende a se manter hialina, raramente observando-se reação, e, quando ocorre, é fraca (Figura 74 – D). A reação tende a se perder ao longo do tempo.

Figura 74: R. vesiculiferum. A – glomerosporos; PVLG; barra de escala = 20 μm. B – Primeira e segunda camada (c1 e c2); PVLG; barra de escala = 10 μm. C – Vesículas; PVLG; barra de escala = 100 μm. D – Glomerosporos com reação em Melzer; é possível observar primeira camada (c1) descamando-se; Melzer; barra de escala = 10 μm.

Comentários 247

R. vesiculiferum apresenta como característica inédita perante demais espécies de FMA a presença de vesículas estéreis de parede fina. Thaxter (1922) e Gerdemann e Trappe (1974) observaram que apesar do crescimento das vesículas consitir nos agregados assim como os glomerosporos, elas não tratam-se de glomerosporos abortados. A função dessas vesículas contudo, não é conhecida, porém auxilia como cárater distintivo entre espécies. R. aggregatum, R. arabicum, R. fasciculatum, R. invermaium e R. microaggregatum são espécies do gênero Rhizoglomus que produzem glomerosporos em padrão de cor e número de camadas na parede do glomerosporo similar à R. vesiculiferum (HALL, 1977, THAXTER, 1922, KOSKE, 1985, KOSKE et al, 1986, BŁASZKOWSKI et al, 2014). À exceção de R. microaggreggatum, que produz glomerosporos menores, (15-)30(-50) x (15-)30(-40) µm, todos os demais apresentam glomerosporos com sobreposição em tamanho em relação à R. vesiculiferum, porém apresentam padrão em forma variável, de globosos, subglobosos, ovoides, elipsoides, cilíndricos a irregulares, ao passo que apenas R. vesiculiferum e R. invermaium apresentam glomerosporos em padrão frequentemente globoso. R. vesiculiferum foi considerado similar a R. fasciculatum por Thaxter (1922) e Gerdemann e Trappe (1974), destacando a importância da observação da formação de vesículas para diferenciação das espécies. Assim como R. vesiculiferum, R. fasciculatum apresenta uma fina camada externa seguida por camada interna laminada espessa, porém, a primeira camada de R. fasciculatum é permanente e reage ao Melzer, ao passo que a primeira camada de R. vesiculiferum é semipermanente e não reage ao Melzer. Błaszkowski (2012) descreveu adicionalmente uma terceira camada interna fina e flexível, facilmente separável da segunda camada, ausente em R. vesiculiferum. Porém, cabe ressaltar que a característica observada por Błaszkowski (2012) não foi realizada sobre material tipo. R. arabicum apresenta composição de parede bastante parecida com R. vesiculiferum: primeira camada mucilaginosa, hialina, evanescente, com descamação conferindo-lhe aparência enrugada, seguida por camada laminada, lisa, com dimensões que sobrepõe-se as observadas na presente análise para R. vesiculiferum. Ambas as camadas de R. arabicum reagem ao Melzer, do rosa claro ao vermelho escuro, ou laranja/ vermelho claro e algumas vezes, não há reação (BŁASZKOWSKI et al., 2014). No acesso analisado de R. vesiculiferum, todos glomerosporos submetidos a preparação 248 das lâminas em Melzer reagem, com exceção da primeira camada, que reage com pouca frequência, fracamente. Ademais (BŁASZKOWSKI et al., 2014) relatam que as camadas da segunda camada de R. arabicum separam-se facilmente, enquanto R. vesiculiferum apresenta essa característica, porém com menor frequência.

4.2. ESPÉCIES ESPOROCÁRPICAS NO BRASIL

4.2.1. Diversidade de esporocárpicas sensu lato em florestas úmidas brasileiras

Foi encontrado um total de 17 espécies para as áreas de amostragem dos três domínios fitogeográficos, das quais os Brejos de Altitude presentaram maior representatividade, seguidos pela Mata Atlântica e Amazônia (Quadro 11). O número de espécies obtido representa 30% do total de espécies esporocárpicas registradas para o Brasil (40 espécies, JOBIM et al., 2019b), com acréscimo de novo registro, G. badium e quatro novas espécies para ciência, Dominikia sp. nov., Kamienskia sp. nov., R. maiae e S. amazonicum, duas últimas publicadas durante o percurso de realização da presente tese (BŁASZKOWSKI et al., 2019; JOBIM et al., 2019a). Para Amazônia foram acrescentados dois novos registros, F. mosseae e G. trufemii e uma nova espécie para ciência, S. amazonicum; para Brejos de Altitude foram acrescentadas duas espécies novas para a ciência, Dominikia sp. nov. e Kamienskia sp. nov; para Mata Atlântica foram acrescentadas três novas espécies para a ciência, Glomus sp. nov., R. maiae e Redeckera sp. nov.

Quadro 11. Espécies encontradas nos domínios fitogeográficos inventariados: Amazônia, Brejos de Altitude e Mata Atlântica. RFAD = Reserva Florestal Adolpho Ducke (Manaus, AM); APAB = APA Baturité (Guramiranga, CE); FA = Flona Araripe (Crato, CE); PD = Parque das Dunas (Natal, RN) e ME = Mata Estrela (Baía Formosa, RN). Brejos de Mata Amazônia Metodologia Altitude Atlântica

Espécie Jobim et al. RFAD APAB FA PD ME Convencional (2019a) 249

Materiais oriundos de coletas executadas durante a realização da tese Dominikia sp. nov. x x F. mosseae x x G. ambisporum x x x G. badium x x x G. brohultii x x x x G. cf. microcarpum x x x G. coremioides x G. glomerulatum x x x G. pachycaule x x x G. taiwanense x x x G.s trufemii x x x x x x Kamienskia sp. nov. x x R. aggregatum x x x x R. clarum x x x R. fasciculatum x x R. maiae x x x x S. amazonicum x x Materiais oriundos de Mata doações de atlântica colaboradores Glomus sp. nov. x x Redeckera sp. nov. x x

Em um cenário total para as três áreas, o gênero Glomus detém maior percentual de representatividade, seguido pelo gênero Rhizoglomus, de acordo com as expectativas baseadas em dados de literatura prévia, em especial de compilações realizadas para biomas brasileiros (GOTO et al., 2010; JOBIM et al., 2017, 2018, 2019b; MARINHO et al., 2019) (Figura 75 e 76). Diferencia-se, contudo, pelo acréscimo dos gêneros DOMINIKIA e KAMIENSKIA, os quais não se tinham registros de representantes no país e inclusão de um novo gênero, Sclerocarpum, exclusivamente brasileiro. 250

Representatividade no Brasil: cenário geral (Jobim et al., 2019b) 3% 2% 2%

Archaeospora 8% 24% Diversispora Funneliformis Glomus 3% Redeckera Rhizoglomus 58% Viscospora

Figura 75. Representatividade das espécies esporocárpicas no Brasil. Dados disponíveis em Jobim et al (2019b).

Representatividade no Brasil: coletas realizados no período de 2017 a 2019 nos domínios Amazônia, Brejos de Altitude e Mata Atlântica

6% 6% 6% Dominikia Funneliformis 23% Glomus Kamienskia 6% Rhizoglomus 53% Sclerocarpum

Figura 76. Representatividade das espécies esporocárpicas nas fitofisionomias brasileiras Amazônia, Brejos de Altitude e Mata Atlântica. Dados gerados pela presente tese, durante coletas realizadas no período de 2017 a 2019.

Esse padrão pode ser atribuído a duas razões: 1) a elevada abrangência em espécies dos próprios gêneros, que correspondem aos mais expressivos em Glomerales, ordem esta mais diversificada filogeneticamente e representativa em número de espécies; ambos também correspondem aos gêneros de maior abrangência numérica quanto às espécies esporocárpicas sensu lato, totalizando 38% e 19% do número total de 251 espécies, respectivamente; 2) A hipotética alta adaptabilidade do grupo frente as alterações nas circunstâncias ambientais, visto que Glomeraceae tem sido reportada como mais família mais distribuída nos diferentes ecossistemas brasileiros (ZANGARO; MOREIRA, 2010; JOBIM et al., 2017, 2018) e 3) Apesar de Diversisporales consistir na segunda ordem mais representativa do filo e terceira quanto as espécies esporocárpicas sensu lato (11%), a exceção de D. epigaea, todos demais representantes apresentam registros de formação exclusiva em glomerocarpos, estrutura que demanda metodologias adaptadas para sua detecção em campo, tradicionalmente negligenciadas (JOBIM et al., 2019a). Situação oposta ocorre com espécies de Glomus e Rhizoglomus, que apresentam desenvolvimento versátil, ora exclusivamente em glomerocarpos, em glomerocarpos e clusters, exclusivamente em clusters extrarradicais ou intrarradicais. Metodologias convencionalmente aplicadas nos inventários para FMA favorecem a obtenção dessas espécies de desenvolvimento versátil a partir das amostras de solo de campo. Das nove espécies coletadas mediante busca manual em substratos não convencionais, que favorecem a detecção das espécies esporocárpicas sensu strictu, seis consistiram em novas espécies, incluindo um novo gênero, dado que chama a atenção para um redirecionamento nas metodologias aplicadas aos inventários de diversidade, contemplando assim também as espécies que demandam atenção diferenciada para sua detecção e, consequentemente, o aumento no conhecimento sobre a diversidade, taxonomia e sistemática do filo Glomeromycota. Um total de 33 espécies de FMA foi efetivamente publicado para a totalidade dos biomas brasileiros, onde parte significativa dessa inventário foi apresentado por Goto e Jobim (2017) (Tabela 4). Contudo, existe uma assimetria discrepante no avanço em descrições de espécies novas de FMA brasileiras não esporocárpicas em relação as espécies esporocárpicas (Figura 77). Dentre as espécies descritas originalmente para o Brasil, apenas quatro representam espécies esporocárpicas, três espécies as quais constituem clusters (G. trufemii, R. maiae e R. natalense) e apenas uma, representando um novo gênero, forma glomerocarpo (S. amazonicum). Todas as referidas espécies foram descritas somente na última década, com G. trufemii e R. natalense tendo sido descritas a partir de iniciativa de estudos conduzidos em áreas de dunas marítimas, formação pioneira da Mata Atlântica, pertencente ao Rio Grande do Norte, em uma perspectiva de inventário geral, com base em metodologia convencional para o filo e R. maiae e S. amazonicum como consequência do desenvolvimento da presente tese, tendo 252 sido coletadas a partir de metodologia adaptada para espécies esporocárpicas, descrita por Jobim et al. (2019a), em área de Floresta Estacional Semidecidual e Floresta Amazônica, respectivamente. Esse número amplia-se ao incluir os registros das espécies ainda não efetivamente publicadas (Dominikia sp. nov., Glomus sp., Kamienskia sp. nov. e Redeckera sp. nov.) analisadas na presente tese.

Tabela 4. Espécies de FMA descritas originalmente a partir de material brasileiro. Espécie Referência Acaulospora endographis B.T. Goto Goto et al. (2013) Acaulospora herrerae E. Furrazola, B.T. Goto, G.A. Silva, Furrazola et al. (2013) Sieverd. & Oehl Acaulospora ignota Błaszk., Góralska, Chwat & B.T. Goto Blaszkoswki et al. (2015) Acaulospora mellea Spain & N.C. Schenck Schenck et al (1984) Acaulospora papillosa C.M.R. Pereira & Oehl Pereira et al. (2016) Acaulospora reducta Oehl, B.T. Goto & C.M.R. Pereira Pereira et al. (2015) Acaulospora spinulifera Oehl, V.M. Santos, J.S. Pontes & Pontes et al. (2017) G.A. Silva Ambispora brasiliensis B.T. Goto, L.C. Maia & Oehl Goto et al. (2008) Bulbospora minima Oehl, Marinho, B.T. Goto & G.A. Silva Marinho et al. (2014) Cetraspora auronigra Oehl, L.L. Lima, Kozovits, Magna & Oehl et al. (2014) G.A. Silva Claroideoglomus hanlinii Błaszk., Chwat & Góralska Błaszkowski et al. (2015) Dentiscutata cerradensis Sieverd., F.A. Souza & Oehl Spain et al. (1996a) Dentiscutata colliculosa B.T. Goto & Oehl Goto et al. (2010) Dentiscutata scutata (C. Walker & Dieder.) Sieverd., F.A. Oehl et al. (2008) Souza & Oeh Fuscutara aurea Oehl, C.M. Mello & G.A. Silva Mello et al. (2012) Fuscutata heterogama Oehl, F.A. Souza, L.C. Maia & Oehl et al. (2008) Sieverd. Fuscutata rubra (Stürmer & J.B. Morton) Oehl, F.A. Souza Walker et al. (1989) & Sieverd. 253

Gigaspora ramisporophora Spain, Sieverd. & N.C. Spain et al. (1989) Schenck Glomus brohultii R.A. Herrera, Ferrer & Sieverd. Herrera et al. (2003) Glomus trufemii B.T. Goto, G.A. Silva & Oehl Goto et al. (2012a) Intraornatospora intraornata (B.T. Goto & Oehl) B.T. Goto et al. (2012b) Goto, Oehl & G.A. Silva Orbispora pernambucana (Oehl, D.K. Silva, N. Freitas & Goto et al. (2009) L.C. Maia) Oehl, G.A. Silva & D.K. Silva Paradentiscutata bahiana Oehl, Magna, B.T. Goto & G.A. Goto et al. (2012b) Silva Paradentiscutata maritima B.T. Goto, D.K. Silva, Oehl & Goto et al. (2012b) G.A. Silva Paraglomus brasilianum (Spain & J. Miranda) J.B. Morton Spain et al. (1996b) & D. Redecker Paraglomus pernambucanum Oehl, C.M. Mello, Magna & Mello et al. (2013) G.A. Silva Racocetra tropicana Oehl, B.T. Goto & G.A. Silva Goto et al. (2011) Racocetra verrucosa (Koske & C. Walker) Oehl, F.A. Koske e Walker (1985) Souza & Sieverd. Rhizoglomus maiae Jobim, Błaszk., Niezgoda & B.T. Goto Błaszkowski et al. (2019) Rhizoglomus natalense (Błaszk., Chwat & B.T. Goto) Blaszkowsi et al. (2014) Sieverd., G.A. Silva & Oehl S. amazonicum Jobim, Błaszk., Niezgoda, A. Kozłowska & Jobim et al. (2019a) B.T. Goto Scutellospora alterata Oehl, J.S. Pontes, Palenz., I.C. Pontes et al. (2013) Sánchez & G.A. Silva Septoglomus titan B.T. Goto & G.A. Silva Goto et al. (2013)

254

Análise do número de espécies de FMA descritas originalmente a partir de amostras brasileiras por década 20

15

10

5

0 1980 -1990 1990 - 2000 2000 - 2010 2010 - Atual Espécies esporocárpicas sensu lato Espécies não esporocárpicas

Figura 77. Relação entre evolução temporal e número de espécies de FMA descritas originalmente a partir de material oriundo do Brasil. *Apenas espécies efetivamente publicadas foram consideradas.

A Mata Atlântica consiste em um dos primeiros biomas brasileiros a serem estudados sobre ocorrência e diversidade de FMA, sendo também a mais representativa em descrições de espécies novas (JOBIM, 2015) e em registros de espécies esporocárpicas sensu lato de FMA (JOBIM et al., 2018, 2019b). Porém, mesmo considerando ampla cobertura em estudos realizados nas suas diferentes fitofisionomias, os dados gerados na presente tese, restritos a amostragem na Floresta Estacional Semidecidual, mostram que investimentos no esforço em atenção focada para investigar a ocorrência das espécies esporocárpicas sensu lato possibilitam um aumento potencial na detecção de novas espécies para o filo. Um potencial revelador também pode ser esperado para regiões de Brejos de Altitude e floresta amazônica. Pouco estudados em relação aos biomas brasileiros historicamente bem inventariados e representativos em espécies, como a Mata Atlântica e o Cerrado (STURMER & SIQUEIRA, 2006, 2011; LIMA, 2013; NOBRE, 2014; JOBIM et al., 2017; 2018), o redirecionamento metodológico em curto intervalo de tempo permitiu a ampliação do acréscimo de três novas espécies e um novo gênero. Esses resultados reforçam que à medida que ampliamos novas técnicas de busca, ampliamos as estimativas de diversidade e consequentemente, nosso repertório em conhecimento sobre a taxonomia do grupo. R. maiae, por exemplo, apresenta dimensões inéditas quanto a formação de cluster já registradas até o presente e, mesmo considerando a totalidade das espécies esporocárpicas sensu lato, clusters e 255 glomerocarpos, ultrapassa as maiores dimensões já registradas com a descrição de R. megalocarpa. Clusters formados por espécies pertencentes ao gênero Rhizoglomus variam em torno de 0,1 a 1 mm em proporções de tamanho, enquanto R. maiae atinge de 6 a 12,5 mm (BŁASZKOWSKI et al., 2019). Não se tinham registros de espécies do gênero Dominikia e mesmo ao nível do clado Dominikia sensu Corazon-Guivin (2019) com formação de glomerocarpo com perídio, bem como da formação de glomerocarpo em membros do clado Kamienskia (considerando o referido gênero e Microkamienskia). O gênero Sclerocarpum, por sua vez, confere um registro inédito de formação de glomerocarpo em estrutura rígida, escleroide e que representa uma estrutura em alto grau de complexidade estrutural no contexto das espécies que formam glomerocarpo, apresentando perídio bem diferenciado da gleba, que configuram forte revestimento as glomerosporos embebidos internamente na gleba (JOBIM et al., 2019a). É possível especular, ainda, que a formação de estruturas de alto nível de compactação como S. amazonicum corresponda a uma adaptação ambiental as adversidades ambientais presentes em florestas que apresentam alto teor de umidade e dinâmica de chuvas intensas, como as florestas amazônicas. Dessa forma, a presente tese permite ampliar o conhecimento da diversidade de espécies esporocárpicas em áreas brasileiras de extrema relevância biológica, fomentando o acréscimo de dados taxonômicos e atualizando o status do conhecimento sobre a biodiversidade brasileira.

4.2.2. Descrição de novos táxons brasileiros

4.2.1.1. Amazônia

Gênero

Sclerocarpum B.T. Goto, Błaszk., Niezgoda, Kozłowska & Jobim, gen. nov.

Espécie Sclerocarpum amazonicum Jobim, Błaszk., Niezgoda, Kozłowska & B.T. Goto, sp. nov.

Status da revisão: gênero e espécie nova confirmados por análises morfológicas e moleculares, disponíveis em Jobim et al. (2019a). 256

Acesso: amostras coletadas por Khadija Jobim na Reserva Florestal Adolpho Ducke, Manaus, Amazonas. Acessos depositado no Herbário da Universidade Federal do Rio Grande do Norte, Natal, Rio Grande do Norte, sob código UFRN – Fungos 3643 (holótipo) e Instituto Nacional de Pesquisa da Amazônia, INPA 280748 (isótipo) e Departament of Plant Pathology, Szscecin, Polônia, DPP 3633 – 3643 (isótipo). Coletor(es): Khadija Jobim. Dados gerais: amostras coletadas na Reserva Florestal Adolpho Ducke, (02° 55′ S, 59° 59′ W), situada em Manaus, Amazonas, no período de novembro de 2017, resultado de coletas previstas no cronograma de desenvolvimento da presente tese. A área compreende cerca de 100 km2, apresentando clima tropical úmido (PEEL, 2007), com temperatura média anual de 26 ºC e precipitação média anual variando de 1500 a 2500 mm (ALENCAR et al. 1979; RIBEIRO; ADIS 1984). Composta por vegetação de terra firme e áreas de campinaranas, com predominância das famílias Arecaceae, Burseraceae, Fabaceae, Malpiguiaceae e Poligonaceae. S. amazonicum foi coletado em área próxima as espécies vegetais Ecclinusa guianensis Eyma, Eschweilera atropetiolata S.A. Mori, Es. coriaceae (DC.) S. A. Mori, Es. pseudodecolorans S.A. Mori, Es. truncata A.C.Sm., Es. wachenheimii (Benoist) Sandwith, Oenocarpus bacaba Mart., Pouteria anomala (Pires) T.D. Penn., Protium hebetatum D. C. Daly, Pr. paniculatum Engl. and Scleronema micranthum Ducke. Estruturas micorrízicas: desconhecidas. Posição filogenética: forma clado filogeneticamente próximo a G. macrocarpum, G. bareae e G. tetrastratosum, com 99% e 100 % em valores de suporte para Inferência Bayesiana a partir de análise da região SSU-ITS-LSU do nrDNA e RPB1, respectivamente (Figura 78 e 79).

257

Figura 78: Árvore filogenética para S. amazonium (SSU-ITS-LSU). Árvore consenso (50%) produzida por inferência Bayesiana e Máxima Verossimilhança a partir de análise de sequências da região SSU-ITS- LSU do nrDNA de S. amazonicum e 33 espécies de FMA, incluindo C. claroideum como grupo externo. Os valores de probabilidade posterior (≥ 50) e bootstrap da Máxima Verossimilhança (≥50) são indicados próximos aos ramos, respectivamente. A escala indica 0,05 de mudanças esperadas por trecho do ramo.

258

Figura 79: Árvore filogenética para S. amazonium (RPB1). Árvore consenso (50%) produzida por inferência Bayesiana e Máxima Verossimilhança a partir de análise de sequências da RPB1 de S. amazonicum e 30 espécies de FMA, incluindo C. claroideum como grupo externo. Os valores de probabilidade posterior da inferência (≥ 50) e bootstrap da Máxima Verossimilhança (≥50) são indicados próximos aos ramos, respectivamente. A escala indica 0,05 de mudanças esperadas por trecho do ramo.

259

Descrição

Sclerocarpum B.T. Goto, Błaszk., Niezgoda, Kozłowska & Jobim, gen. nov.

Glomerocarpos escleróides, acinzentados, recobertos totalmente por perídio (gleba angiocárpica), epígeos a hipógeos, com arranjo não organizado. Engloba no interior da gleba glomerosporos hialinos, glomóides, pequenos e compostos por uma parede relativamente espessa, que se divide em duas camadas, sem reação em Melzer. Hifa de sustentação contínua as camadas dos glomerosporos, ocluída ocasionalmente por septo composto por espessamento das camadas ou invaginação de lâmina mais interna da segunda camada. Germinação diretamente através da parede do glomerosporo. Espécie contém as seguintes sequências gênicas: região SSU GGTCTTTGGTTGGTGAGAAG; região ITS1: AATGAAATTACGATCATTTA; região ITS2 AAAAGATCGATTTTGTCGCCTTTC, AGCTCATCTTTTGAACCTTTC; região LSU TAGCGATACTCGGGTTCTTT GGGCGTACTTTCTCGCT, GCCGAAGTGTTATA GCCTC, CGTAACGGACGGGATC e região RPB1 TTTCATAAGTCATGTAAGCGTTCATC, TAAGCTTACGGAACTTTCTTGATATAG, ACAACCAC AAGCATTG, GGTACATCCCGGAGCC e CAGGGATACTGGAGAG.

Espécie tipo

Sclerocarpum amazonicum Jobim, Błaszk., Niezgoda, Kozłowska & B.T. Goto, sp. nov.

Glomerosporos formados em glomerocarpos epígeos e hipógeos, em arranjos não organizados, escleróides. Glomerocarpos acinzentados (A30M50C60), (1200–) 950 × 1600 (−2000), recobertos totalmente por perídio (gleba angiocápica), com perídio acinzentado (Figura 80: A). Gleba amarela pálida (A70M20C20), 5 – 10,5 μm em diâmetro, com parede 0.8–1.3 μm, englobando centenas de glomerosporos. Glomerosporos hialinos, globosos a subglobosos (35–) 48 (− 58) µm, frequentemente ovoides, 38 – 52 × 44 – 63 μm (Figura 80: B). Parede do glomerosporo composta por duas camadas (Figura 80: C – D): a primeira é hialina, uniforme, fortemente aderente a segunda camada, (0,8–) 1.3 (−1,5) μm. Segunda camada hialina, laminada, permanente, espessa, (4,8–) 6,5 (−9,0) μm, composta por finas laminas aderentes, cada qual < 0,5 260

μm, não se separando mesmo em glomerosporos vigorosamente quebrados. Não há reação ao Melzer nas camadas. Hifa de sustentação hialina, reta ou recurvada, em forma de funil, (11,0–) 14,9 (−19,0) μm, contínuas as camadas da parede do glomerosporo (Figura 80: C). Canal (1,2–) 1,8 (−2,8) μm, ocluído por septo formado por espessamento da camada da hifa ou raramente por lâmina mais interna da segunda camada. Conteúdo citoplasmático hialino, globular, ralo e descentralizado. Germinação diretamente através da parede do glomerosporo.

Figura 80: Sclerocarpum amazonicum. A – Fragmentos do glomerocarpo; barra de escala = 2 mm. B – Glomerosporos dispersos entre hifa da gleba (hg); PVLG; barra de escala = 40 μm. C – Primeira e segunda camada do glomerosporo (c1 e c2) e primeira e segunda camada da hifa de sustentação (c1(hs) e c2(hs); PVLG; barra de escala = 40 μm. D – Primeira e segunda camada do glomerosporo (c1 e c2); Melzer; barra de escala = 20 μm.

Comentários

S. amazonicum diferencia-se notavelmente quanto a sua natureza macroscópica, pela formação de glomerocarpos escleroides e quanto a sua natureza microscópica, pela 261 formação de glomerosporos hialinos compostos por parede relativamente espessa em relação as diminutas proporções em diâmetro de seus glomerosporos. Na condição de gênero monoespecífico, as espécies mais relacionadas filogeneticamente com S. amazonicum pertencem ao gênero Glomus. Outras espécies que formam glomerocarpos com pequenos glomerosporos hialinos compostos por duas camadas na parede são G. cerebriforme, G. microcarpum e G. nanolumen (MCGEE, 1986; KOSKE; GEMA, 1990; TULASNE; TULASNE, 1844). G. cerebriforme forma glomerocarpos epígeos brancos a cinza esverdeados, rígidos, dobradiços, ao longo de um eixo central, sem perídio (gleba gimnocárpica) (MCGEE, 1986). Seus glomeroporos apresentam primeira camada evanescente, laminada, espessa (até 4,5 μm) e segunda camada permanente, flexível, fina (até 0,8 μm), fortemente aderida a primeira camada, enquanto S. amazonicum possui ambas camadas permanentes, com a primeira fina e uniforme e segunda camada discrepantemente espessa e laminada. G. microcarpum também forma glomerocarpos rígdos, branco amarelado a amarelo pálido, recobertos por perídio (gleba angiocárpica), característica essa também presente em S. amazonicum (TULASNE; TULASNE, 1844). Seus glomerosporos contudo apresentam primeira camada evanescente, uniforme e segunda camada laminada fina (até 2,9 μm), com reação em Melzer atingindo tom vermelho a violeta (TULASNE; TULASNE, 1844) . G. nanolumen, por sua vez, pode ser diferenciado claramente pela produção de glomerocarpos mais discretos em relação a S. amazonicum, compostos por cerca de 5 a 40 glomerosporos por unidade e pela produção de glomerosporos altamente irregulares, cuja ambas paredes também são permanentes, como S. amazonicum, sendo a primeira unitária e segunda laminada, espessa (até 10,8 μm), porém apresentando diferentes espessuras ao longo de seu perímetro, em razão de sua forma irregular (KOSKE; GEMA, 1990). G. microcarpum apresenta relato expressivo de ocorrência, ao passo que G. cerebriforme, G. nanolumen e S. amazonicum possuem ocorrência hioteticamente mais restrita, para áreas florestais situadas na Austrália, Hawaí e Amazônia brasileira, respectivamente (TULASNE; TULASNE, 1844; MCGEE, 1986; KOSKE; GEMA, 1990). Filogeneticamente, S. amazonicum encontra-se mais relacionado com as espécies pigmentadas G. bareae, G. macrocarpum e G. tetrastratosum (TULASNE; TULASNE, 1844; BLASKOWSKI et al., 2014, 2018). As três espécies, todavia, apresentam diferenças marcantes e microscópica quanto a natureza macroscópica. G. macrocarpum forma clusters extrarradicais a glomerocarpos, com perídio contínuo a 262 gleba, enquanto S. amazonicum produz exclusivamente glomerocarpos, com perídio e gleba diferenciadas. Além disso, glomerosporos de G. macrocarpum são expressivamente maiores em comparação com S. amazonicum, com suas dimensões mínimas sendo os limites máximos em dimensões para última. bareae e G. tetrastratosum produzem glomerosporos compostos por três e quatro camadas na parede, respectivamente, com ambas as espécies desenvolvendo-se em discretos clusters extrarradicais (TULASNE; TULASNE, 1844; BLASKOWSKI et al., 2014, 2018). G. segmentatum produz glomerosporos hialinos compostos por três camadas, em glomerocarpo de nível de complexidade em especialização equiparável a S. amazonicum, incluindo perídio e gleba diferenciada e arranjo poligonal único dentre as espécies que formam glomerocarpos, um aspecto que indica uma possível relação evolutiva entre ambas espécies, ambas coletadas em florestas tropicais úmidas (TRAPPE, 1979). É possível também que essa conformação especializada, protegendo por completo os glomerosporos dentro de uma firme estrutura seja uma adaptação ecológica para resistência a ambientes com altas taxas de decomposição orgânica e teor de umidade, como é o caso das florestas de origem. Todavia, a atual ausência de informações moleculares inviabiliza especulações acerca de sua relação evolutiva com S. amazonicum. As análises filogenéticas reforçam a indicação de que o hábito esporocárpico trata–se de um estado convergente dentro dos FMA (MORTON; BENNY, 1990). Linhagens com formação de glomerosporos isoladamente ou em clusters, como é o caso de Rhizoglomus spp. emergem em posição basal a S. amazonicum, com formação de glomerocarpos complexos, o que poderia levar a especular um estádio plesiomórfico em relação as espécies que se desenvolvem em agregados. Contudo, Sclerocarpum emerge no curso da evolução junto a linhagens que produzem glomerocarpos e clusters, como G. macrocarpum, discretos a compactos clusters, como Dominikia spp. e espécies não esporocárpicas, como alguns representantes de Septoglomus. Logo, a diversidade de linhagens de espécies com formação em agregados perpassando de posições basais a derivadas suporta a ocorrência de mais de um estado plesiomórfico durante a transição evolutiva apontada previamente por MORTON e BENNY (1990).

4.2.1.2. Brejos de altitude

Espécie 263

Dominikia sp. nov.

Status da revisão: espécie nova confirmada por análise morfológica e molecular. Acesso: amostras coletadas por Khadija Jobim no Parque das Trilhas, área situada no município de Guaramiranga, domínio da APA Baturité, Ceará. Acessos depositado no Herbário da Universidade Federal do Rio Grande do Norte, Natal, Rio Grande do Norte, sob código UFRN – Fungos 3282 (holótipo). Coletor(es): Khadija Jobim. Dados gerais: Espécie coletada em julho de 2018, no Parque das Trilhas (4°16'36.8"S, 38°56'20.4"W), área situada no domínio da APA Baturité, Guaramiranga, Ceará. Foi coletada exatamente uma unidade do glomerocarpo. A APA Baturité apresenta cobertura de 32690 hectares, consistindo parte do complexo florestal da Mata Atlântica. Engloba alta biodiversidade com alto grau de endemismo, incluindo elevado percentual de remanescentes de Mata Atlântica bem como porções de floresta Amazônica (FIGUEREIDO; BARBOSA, 1990; GIRÃO, 2006). Possui clima tropical úmido (Peel, 2007), com temperatura média anual oscilando entre 19 – 22 °C e precipitação média anual de 1500 mm (GOVERNO DO CEARÁ, 2018). A alta atitude, situada entre 100 a 100 m de elevação ao nível do mar, combinada a exposição às massas de ar úmido tornam-lhe uma das áreas mais úmidas do Ceará (GOVERNO DO CEARÁ, 2018). Estruturas micorrízicas: desconhecidas. Posição filogenética: espécie filogeneticamente próximo ao clado Nanoglomus e outras espécies de D. aurea, D. iranica e D. disticha, com 100, 100 e 98% em valores de probabilidade bootstrap para Inferência Bayesiana a partir de análise da região 18S-ITS- 28S do nrDNA, assim como outras 27 espécies de FMA, incluindo C. claroideum como grupo externo (Figura 81: A - B).

264

Figura 81 – A: Árvore filogenética para Dominikia sp. (18S-ITS-28S). Árvore consenso (50%) produzida por inferência Bayesiana e Máxima Verossimilhança a partir de análise da região 18S-ITS-28S do nrDNA de sequências de Dominikia sp. nov., incluindo C. claroideum como grupo externo. Os valores de probabilidade posterior da inferência (≥ 50) e bootstrap da Máxima Verossimilhança (≥50) são indicados próximos aos ramos, respectivamente. A escala indica 0,1 de mudanças esperadas por trecho do ramo.

265

Descrição

Glomerosporos formados em glomerocarpos epígeos. Glomerocarpo cinza amarelado (A30M40C50), com 3,30 x 3,38 mm (Figura 82: A). Perídio fino, hialino, recobrindo totalmente os aglomerados. Gleba amarela esbranquiçada (A30M10C10), com hifas retas a ramificadas, hialinas, (1.6‒)3.2(‒4.8) µm, com parede 0,8 – 11 µm em espessura, adquirindo tom rosa claro a vermelho em reagente de Melzer (A20M50C50), contendo centenas de glomerosporos. Glomerosporos hialino a amarelo pálido

(A30M20C20), globoso a subgloboso, (30‒)39(‒46) µm, raramente ovoides, 34‒39 × 40‒ 46 µm ((Figura 83: B). Parede do glomerosporo composta por três camadas (Figura 82: C - E). A primeira camada é uniforme, flexível, hialina, fortemente aderente a superfície da segunda camada, laminada, hialina a amarela pálida (A30M20C20), consistindo de lâminas individuais muito finas, < 0,5 µm, não separando-se mesmo sob vigorosa pressão aplicada sobre a lâmina. Terceira camada, hialina, ≅ 1 µm, usualmente fortemente aderida a superfície da segunda camada. Em reagente de Melzer, somente a segunda camada reage, adquirindo tom vermelho a violeta amarronzado (A50M90C90).

Hifa de sustentação hialina a amarela pálida (A30M20C20), reta curvada, em forma de funil, atingindo 13, 5 em comprimento e (4.0‒)5.8(‒8.5) µm em diâmetro. Parede da (2.0‒)2.5(‒3.2) µm, contínua com primeira e segunda camada do glomerosporo, (2.0‒ )2.5(‒3.2) µm (Figura 82: F). Canal (0.6‒)0.9(‒1.4) µm, com septo, quando presente, formado por lâmina oriunda da terceira camada, ≅ 1 µm.

266

Figura 82: Dominikia sp. nov. A – Glomerosporos; barra de escala = 0,2 mm. B – Glomerosporos jovens; PVLG; barra de escala = 10 μm. C – Primeira, segunda e terceira camada do glomerosporos (c1, c2 e c3), hifa de sustentação (hf) e septo (s); PVLG; barra de escala = 10 μm. D – Hifa de sustentação (hs) e perídio (p); PVLG; barra de escala = 10 μm; E – Primeira, segunda e terceira camada do glomerosporos (c1, c2 e c3) e septo (s); PVLG; barra de escala = 10 μm; F – Primeira, segunda e terceira camada do glomerosporos (c1, c2 e c3) e septo (s); PVLG; barra de escala = 10 μm; G – Primeira, segunda e terceira 267 camada do glomerosporos (c1, c2 e c3) e septo (s); PVLG; barra de escala = 10 μm.; E – Primeira, segunda e terceira camada do glomerosporos (c1, c2 e c3) e primeira e segunda camada da hifa de sustentação (c1(hs) e c2(hs)); Melzer; barra de escala = 10 μm.

Comentários

Dominikia sp. nov. consiste na primeira espécie pertencente ao gênero com produção de glomerosporos em glomerocarpos com perídio, sendo este diferenciado da gleba. Todas as demais espécies pertencentes a Dominikia produzem glomerosporos em pequenos a compactos clusters ou glomerocarpos sem perídio. Dominikia sp. nov. produz pequenos glomeroporos hialinos compostos por três camadas na parede, assim como D. achra, D. iranica , D. difficilvicera e D. lithuanica (BŁASZKOWSKI et al., 2009, 2015, 2016). Todavia, Dominikia sp. nov. diferencia-se de todas essas espécies pela sua composição de parede: primeira camada uniforme, unitária, segunda por segunda camda laminada, reativa ao Melzer e terceira camada flexível. D. achra produz glomerosporos com primeira camada mucilaginosa e sua segunda camada, laminada, não é reativa ao Melzer, seguida por terceira camada flexível, com desenvolvimento dos glomerosporos em pequenos a compactos clusters (BŁASZKOWSKI et al., 2009). D. iranica apresenta primeira camada mucilaginosa, reativa ao Melzer e segunda camada unitária, não reativa ao Melzer, bem como uma terceira camada laminada e desenvolvimento em pequenos a compactos clusters ou glomerocarpos com perídio (BŁASZKOWSKI et al., 2016). D. difficilvidera apresenta composição de parede idêntica a Dominikia sp. nov., porém as dimensões da primeira e segunda camada de Dominikia sp. nov. são notavelmente maiores: a primeira camada de Dominikia sp. nov. é quase o dobro da espessura em relação a D. difficilvidera e a segunda camada é substancialmente mais espessa, atingino 10,5 μm em relação a 1,6 μm de D. difficilvidera; além disso, D. difficilvidera se desenvolve isoladamente no solo, tornando sua detectção extremamente difícil em amostras oriundas de campo, ou ainda raramente em pequenos clusters (BŁASZKOWSKI et al., 2015). Dominikia sp. nov. é mais relacionada filogeneticamente com D. aurea, D. iranica e D. disticha. D. aurea possui apenas duas camadas na parede, das quais a segunda é unitária, uniforme e reativa ao Melzer, seguida por segunda laminada, coom desenvolvimento em glomerocarpos sem perídio. D. disticha e D. iranica por sua vez, apresentam três camadas na parede assim como Dominikia sp. nov., diferenciando por 268 ambas apresentarem primeira camada mucilaginosa e reativa ao Melzer, com desenvolvimento em pequenos a compactos clusters e em pequenos e comapctos custers ou glomerocarpos sem perídio, respectivamente. Considerando a condição inédita de desenvolvimento de glomerocarpo com perídio apresentada por Dominikia sp. nov., justifica-se, no presente trabalho, a proposição de uma emenda ao gênero.

Emenda

Dominikia (Błaszk., Chwat & Kovács) Jobim, B. T. Goto & Błaszk.

Glomerosporosos desenvolvidos raramente isolados no solo, ocasionalmente em clusters intrarradicais, comumente em clusters extrarradicais, pequenos a compactos, ou glomerocarpos com ou sem perídio. Glomerosporos hialinos a amarelo pastel, pequenos, atingindo diâmetro entre 65 – 70 µm, quando globosos. Glomerosporos compostos por duas a três camadas na parede, das quais a primeira camada é evanescente e mucilaginosa ou permanente e unitária, uniforme, reativas ou não ao Melzer. Segunda ou terceira camada laminada, podendo apresentar terceira camada flexível, reativa ou não ao Melzer. Hifa de sustentação cilíndriica ou em forma de funil, com canal ocluído por um septo contínuo com lâmina interna da camada mais interna ou formado por espessamento da superfície interna da camada mais interna da hifa. Formação de vesícula arbucular adquirindo tom escuro em Azul de Tripano. Assinatura molecular distinta de outras espécies de FMA pela posição 1059-1088 (TGATTCCCTTAGTAACGGCGAGTGAA) do alinhamento a partir a análise da região LSU do nrDNA.

269

Espécie

Kamienskia sp. nov.

Status da revisão: espécie nova confirmada por análise morfológica e molecular. Acesso: amostras coletadas por Khadija Jobim no Parque das Trilhas, área situada no município de Guaramiranga, domínio da APA Baturité, Ceará. Acessos depositado no Herbário da Universidade Federal do Rio Grande do Norte, Natal, Rio Grande do Norte, sob código UFRN – Fungos 3283 (holótipo). Coletor(es): Khadija Jobim. Dados gerais: Espécie coletada em abril de 2018, no Parque das Trilhas (4°16'36.8"S, 38°56'20.4"W), área situada no domínio da APA Baturité, Guaramiranga, Ceará. Foi coletada exatamente uma unidade do glomerocarpo. A APA Baturité apresenta cobertura de 32690 hectares, consistindo parte do complexo florestal da Mata Atlântica. Engloba alta biodiversidade com alto grau de endemismo, incluindo elevado percentual de remanescentes de Mata Atlântica bem como porções de floresta Amazônica (FIGUEREIDO; BARBOSA, 1990; GIRÃO, 2006). Possui clima tropical úmido (Peel, 2007), com temperatura média anual oscilando entre 19 – 22 °C e precipitação média anual de 1500 mm (GOVERNO DO CEARÁ, 2018). A alta atitude, situada entre 100 a 100 m de elevação ao nível do mar, combinada a exposição às massas de ar úmido tornam-lhe uma das áreas mais úmidas do Ceará (GOVERNO DO CEARÁ, 2018). Estruturas micorrízicas: desconhecidas. Posição filogenética: espécie filogeneticamente próximo ao clado Microkamienskia e K. bistrata, com 97 e 98% em valores de probabilidade bootstrap para Inferência Bayesiana a partir de análise da região 18S-ITS-28S do nrDNA, assim como outras 27 espécies de FMA, incluindo C. claroideum como grupo externo (Figura 83). 270

Figura 83: Árvore filogenética para Kamienskia sp. (18S-ITS-28S). Árvore consenso (50%) produzida por inferência Bayesiana e Máxima Verossimilhança a partir de análise da região 18S-ITS-28S do nrDNA de sequências de Kamienskia sp. nov., incluindo C. claroideum como grupo externo. Os valores de probabilidade posterior da inferência (≥ 50) e bootstrap da Máxima Verossimilhança (≥50) são indicados próximos aos ramos, respectivamente. A escala indica 0,1 de mudanças esperadas por trecho do ramo.

Descrição 271

Glomerosporos formados em glomerocarpos epígeos. Glomerocarpo cinza amarelado (A30M40C50), 1.65 × 1.69 mm (Figura 84: A). Perídio fino, hialino, recobrindo totalmente glomerocarpo (gleba angiocárpica). Gleba contendo centenas de glomerosporos, amarela esbranquiçada (A30M10C10), com hifas retas ou ramificadas, hialinas, (2.2‒)5.1(‒7.5) µm em diâmetro e parede 0.6‒1.8 µm em espessura, atingindo tom avermelhado em reagente de Melzer (A20M50C50). Glomerosporos hialinos a amarelo pálido (A30M20C20), globosos a subglobosos, (34‒)40(‒46) µm, raramente ovoides, 34‒44 × 40‒51 µm (Figura 84: B - E). Primeira camada hialina, uniforme, flexível, (0.8‒)1.5(‒2.0) µm, fortemente aderida à segunda camada (Figura 85: C - E).

Segunda camada hialina a amarela pálida (A30M20C20), laminada, flexível, flexível, (2.0‒)8.0(‒12.5) µm, consistindo de lâminas finas, < 0,5 µm, reagindo ao Melzer, adquirindo tom violeta amarronzado (A50M90C90) (Figura 85: F, H). Terceira camada hialina, flexível, ≅ 1 µm. Hifa de sustentação hialina a amarelo pálida (A30M20C20), reta a recurvada, em forma de funil, atingindo 20,3 µm em comprimento a (4.4‒)6.6(‒9.0) µm em diâmetro. Parede da hifa contínua com primeira e segunda camada da parede do glomerosporo, (4A4); (2.0‒)2.8(‒3.3) µm (Figura 84: F). Canal (0.6‒)1.1(‒1.6) µm, com septo, quando presente, formado por terceira camada, ≅ 1 µm .

272

Figura 84: Kamienskia sp. nov.. A – Glomerosporos; PVLG; barra de escala = 0,2 mm. B – Glomerosporos jovens; PVLG; barra de escala = 10 μm. C – Primeira, segunda e terceira camada do glomerosporo (c1, c2 e c3) e primeira e segunda camada da hifa de sustentação (c1(hs) e c2(hs)); PVLG; barra de escala = 10 μm. D – Primeira, segunda e terceira camada do glomerosporo (c1, c2 e c3) e hifa de sustentação (hs) e perídio (p); PVLG; barra de escala = 10 μm; E – Primeira, segunda e terceira camada do glomerosporos (c1, c2 e c3); PVLG; barra de escala = 10 μm; F – Primeira e segunda camada do 273 glomerosporo (c1 e c2) e primeira e segunda camada da hifa de sustentação (c1(hs) e c2(hs)); PVLG; barra de escala = 10 μm; G – Primeira, segunda e terceira camada do glomerosporos (c1, c2 e c3) e septo (s), primeira e segunda camada da hifa de sustentação (c1(hs) e c2(hs)) e septo (s); PVLG; barra de escala = 10 μm.; E – Primeira, segunda e terceira camada do glomerosporos (c1, c2 e c3); Melzer; barra de escala = 10 μm.

Comentários

Kamienskia sp. nov. representa a primeira espécie do gênero com produção de glomerosporos em glomerocarpos, estes apresentando perídio e gleba diferenciada. K. bistrata e representantes originalmente classificados no gênero Kamienskia e reorganizados no atual gênero Microkamienskia (M. divaricata, M. perpusilla e M. peruviana) apresentam glomerosporos com formação exclusiva em pequenos a compactos clusters (BŁASZKOWSKI et al., 2009; 2016; CORAZON-GUIVIN et al., 2019). Kamienskia sp. nov. e Kamienskia bistrata, espécie morfologicamente e filogeneticamente mais próxima, produzem pequenos glomerosporos hialinos, das quais a segunda camada é laminada, seguida por terceira camada flexível. A primeira camada de Kamienskia sp. nov., no entanto, é unitária, uniforme e não reativa ao Melzer, ao passo que K. bistrata apresenta primeira camada mucilaginosa, reativa ao Melzer. K. bistrata também apresenta terceira camada reativa ao Melzer, enquanto Kamienskia sp. nov. apresenta apenas a segunda camada com reação (BŁASZKOWSKI et al., 2016). A primeira camada de Kamienskia sp. nov. é ligeiramente mais espessa que a de K. bistrata, enquanto a segunda camada é substancialmente maior, atingindo três vezes mais em valor de espessura (BŁASZKOWSKI et al., 2009). Ademais, K. bistrata forma glomerosporos em pequenos a compactos clusters, enquanto Kamienskia sp. nov. forma glomerocarpos complexos, com perídio e gleba diferenciada (BŁASZKOWSKI et al., 2009). Outras espécies filogeneticamente próximas a Kamienskia sp. nov. são M. divaricata, M. perpusilla e M. peruviana (BŁASZKOWSKI et al., 2009; 2016; CORAZON-GUIVIN et al., 2019). A segunda é reativa ao Melzer, assim como Kamienskia sp. nov.. M. divaricata e M. peruviana formam glomerosporos menores que Kamienskia sp. nov. (atingindo até cerca de 29 µm e 36 µm, respectivamente, quando globosos) e M. perpusilla apresenta primeira camada laminada seguida por segunda 274 camada flexível. Além disso, as três espécies são compostas apenas por duas camadas na parede do glomerosporo e formam exclusivamente pequenos a compactos clusters. Considerando a condição inédita de desenvolvimento de glomerocarpo apresentada por Kamienskia sp. nov., justifica-se, no presente trabalho, a proposição de uma emenda ao gênero.

Emenda

Kamienskia (Błaszk., Chwat & Kovács) Jobim, B. T. Goto & Błaszk.

Glomerosporos desenvolvidos em clusters intrarradicais ou extrarradicais, de pequenos a compactos clusters ou ainda em glomerocarpos com perídio. Glomerosporos hialinos, pequenos, atingindo até 50 µm, quando globosos. Glomerosporos compostos por duas camadas permanentes, das quais uma pode ser reativa ao Melzer. Hifa de sustentação cilíndrica a em forma de funil, com poro ocluído por lâmina interna da terceira camada. Formação de vesícula arbucular adquirindo tom escuro em Azul de Tripano. Assinatura molecular distinta de outras espécies de FMA pela posição 642-667 (GAGAGTATGCCTGTTTGAGGGTCGGT) do alinhamento a partir a análise da região 5.8S do nrDNA.

275

4.2.1.3. Mata Atlântica

Espécie

Glomus sp. nov.

Status da revisão: espécie nova confirmada por análise morfológica. Acesso: espécie cedida para análise pelo colaborador Marcelo Aloisio Sulzbacher, depositada após estudos no Herbário da Universidade Federal do Rio Grande do Norte, Natal, Rio Grande do Norte, sob código UFRN – Fungos 2669 (holótipo). Coletores: Marcelo Aloisio Sulzbacher. Dados gerais: Acessos coletados próximo a formações arbóreas pertencentes a família Fabaceae no Parque Estadual Mata do Pau Ferro (6º59'28''S 35º45'4''O), situado no munícipio de Areia, Paraíba. A área possui clima tropical úmido (Peel, 2007), compreendendo uma temperatura média anual de 22º C e precipitação média anual de 1200 mm (Ferraz et al., 2004). A vegetação consiste em floresta do tip submontana semidecidual, também referida na literatura como ―Brejos de Altitude‖, com predominância das famílias Asteraceae, Convolvulaceae, Fabaceae, Malvaceae, Rubiaceae and Solanaceae. Estruturas micorrízicas: desconhecidas. Posição filogenética: desconhecida.

Descrição

Glomerocarpo convoluto, irregular, medidas, brancos (A00M00C00) , com perídio contínuo a gleba, recobrindo parcialmente os glomerosporos, com alguns proeminentes na superfície (gleba gimnocárpica), em distribuição randômica, não organizada (Figura 85: A - C). Hifa do perídio 1 – 3 µm, configurando aspecto cotonoso na superfície e reativo ao Melzer, adquirindo tom levemente avermelhado (A20M40C10). Glomerosporos mais jovens se desenvolvem na base do glomerocarpo. Glomerosporos formados terminalmente em hifa de sustentação, globosos, (40,1) 135,2 – 175,2 (209) µm a subglobosos, (40,4) 120,3 – 152,5 (206) µm, hialinos a amarelo pálido (A50M10C00), 276

apresentando conteúdo citoplasmático amarelo (A40M00C00), granular, denso e descentralizado. Parede do glomerosporos composta por duas camadas (Figura 85: D -

F), B). A primeira é permanente, hialina a amarelada (A50M10C00), membranosa, fina, (0,4) 0,9 – 1,4 (1,7) µm, firmemente aderida ao peridiosporo, este atingindo até 30 µm. Peridiosporo prosenquimatoso composto por hifas largas, 4 – 5 µm, de difícil remoção, mesmo quando submetido a tratamentos agressivos, como imersão em ácido lático

(C3H6O3) e hidróxido de potássio (KOH) . A segunda camada é permanente, hialina a amarelada (A50M10C00), laminada, (2,5) 9,3 – 19,2 (28,3) µm em água com substancial expansão em PVLG ou reagente de Melzer, atingindo (33,5) 46 – 54,4 (58,5) µm. Ambas camadas reagem ao Melzer, adquirindo coloração intensamente avermelhada a púrpura (A40M99C60 – A50M99C90) . A reação tende a se enfraquecer ao transcorrer do tempo, em direção de dentro para fora (―tendência centrífuga‖). Hifa de sustentação difícil de observar em glomerosporos maduros através do peridiosporo, sendo cilíndrica, usualmente larga, 30 – 50 µm (Figura 85: D). Composta por duas camadas contínuas com a cor e composição da camada da parede do glomerosporo, 11,2 µm reagindo fortemente em Melzer. Canal 5 µm, septo formado por lâmina interna da segunda camada.

277

Figura 85: Glomus sp. nov. A – Fragmentos de glomerocarpo; barra de escala = 1 mm. B – Glomerosporos distribuídos no glomerocarpo (Glo.); barra de escala = 1 mm. C – Corte de amostra do perídio (P.) contendo glomerosporos intrusos; peridiosporo (Pe.) e conteúdo citoplasmático (cc); Melzer; barra de escala = 100 μm. D – Primeira e segunda camada do glomerosporo (c1 e c2), com hifa de sustentação (hs); Melzer; barra de escala = 20 μm; E – Primeira e segunda camada do glomerosporo (c1 e c2) e peridiosporo (Pe.); Melzer; barra de escala = 20 μm; F – Conteúdo citoplasmático (cc), septo (s) e peridiosporo (Pe.); PVLG; barra de escala = 20 μm .

278

Comentários

Glomus sp. nov. pode ser distinguindo das demais espécies que formam glomerocarpos pelo seu espesso e fortemente aderente peridiosporo, difícil de remover mesmo quando submetido a tratamentos químicos agressivos; pela forte reação em Melzer em ambas camadas do glomerosporo e a propriedade expansiva da segunda camada. Das 59 espécies que formam glomerocarpo, apenas G. convolutum, G. mortonii e G. sinuosum desenvolvem peridiosporo (GERDEMANN; TRAPPE, 1974; GERDEMANN; BAKSHI, 1976; BENTINVENGA; HETRICK,1991). Todavia, G. mortonii produz glomerosporos amarelo amarronzado, predominantemente globosos a subglobosos, compostos por três camadas, das quais a primeira é mucilaginosa e as duas subsequentes são laminadas, envolvidas por um peridiosporo composto por hifas sinuosase largas (até 8 µm), assim como as hifas que compõem o peridiosporo de G. sinuosum, essa espécie porém produzindo glomerosporos amarelo amarronzados, obovoides a eliptícos, contendo uma única camada na parede, laminada (GERDEMANN; BAKSHI, 1976; BENTINVENGA; HETRICK,1991). Além disso, glomerocarpos de G. mortonii possuem arranjo não organizado, contendo poucos glomerosporos (2 – 10), contrastando com a distirbuição densa de glomerosporos por glomerocarpo desenvolvida por Glomus sp. nov. (BENTINVENGA; HETRICK,1991). G. sinuosum, por sua vez, desenvolve arranjo organizado, com disposição radial dos glomerosporos ao longo de um plexo central e configuração globosa do glomerocarpo (GERDEMANN; BAKSHI, 1976). G. convolutum consiste na espécie com maior similaridade morfológica em relação a Glomus so. nov. produzindo glomerosporos hialinos a amarelados, com reação em Melzer na parede, peridiosporo e perídio, além da formação de glomerocarpos convolutos, irregulares (GERDEMANN; TRAPPE, 1974). Todavia, G. convolutum produz glomerosporos compostos por apenas uma camada, laminada, na qual o peridiosporo pode ser removido com maior facilidade com manipulação manual (JOBIM, observação pessoal), sem necessidade de tratamentos químicos. O peridiosporo de G. convolutum é pseuparenquimatoso, atingindo dimensões maiores (até 50 µm), composto por finas hifas (< 1 µm). A parede laminada de G. convolutum é menos espessa, 20 – 24 µm, dimensões sobrepostas a segunda camada de Glomus sp. nov. quando não encontra-se sob a influência de reagentes ácidos, em que praticamente 279 duplica sua espessura. Além disso, G. convolutum reage adquirindo tom laranja escuro, enquanto a reação em Glomus sp. nov. varia do vermelho intenso ao púrpura. Também podem ser verificadas diferenças quanto à natureza macroscópica das espécies. Ambas produzem glomerocarpos irregulares, convolutos, porém G. convolutum desenvolve glomerocarpo amarelo pálido, com glomerosporos bem proeminentes e extrusos na superfície, de fácil recolhimento, dispostos sobre uma gleba menos desenvolvida, enquanto glomerocarpos de Glomus sp. nov. desenvolvem glomerocarpos brancos, com aspecto cotonoso, com glomerosporos expostos na superfície, porém intrusos no corpo, de difícil remoção (GERDEMANN; TRAPPE, 1974).

Espécie

Rhizoglomus maiae Jobim, Błaszk., Niezgoda & B.T. Goto, sp. nov

Status da revisão: espécie nova confirmada por análises morfológica e molecular, publicadas em Jobim et al. (2019a). Acesso: amostras coletadas por Khadija Jobim, Xochitl Margarito Vista e Juliana Luiza Rocha Lima na área de Reserva do Patrimônio Natural da Mata Estrela (RPPN – Mata Estrela). Acessos depositado no Herbário da Universidade Federal do Rio Grande do Norte, Natal, Rio Grande do Norte, sob código UFRN – Fungos 3035 (holótipo) e Departament of Plant Pathology, Szscecin, Polônia, DPP 3671 – 3680 (isótipo). Coletor(es): Khadija Jobim, Xochitl Margarito Vista e Juliana Luiza Rocha Lima. Dados gerais: A espécie foi coletada na RPPN – Mata Estrela (06°22′10″S, 35°00′28″W), Baía Formosa, RN. Constitui uma área de cerca de 2040 ha, apresentando clima tropical úmido, segundo classificação de Kӧppen (PEEL, 2007), temperatura média anual de 22,1º C e precipitação média anual de 1700 mm (LOURENÇO; BARBOSA, 2012). A vegetação da área é constituída por formações vegetais típicas da restinga, sendo rica em espécies representantes da família Myrtaceae: Eugenia candolleana DC., E. excelsa O. Berg, E. ligustrina (Sw.) Willd., E. punicifolia (Kunth) DC., E. umbelliflora O. Berg, Myrciaria floribunda (H. West ex Willd.) O. Berg, M. tenella (DC.) O. Berg, Calyptranthes brasiliensis Spreng., Myrcia bergiana O. Berg, M. guianensis (Aubl.) DC., M. lundiana Kiaersk, M. multiflora (Lam.) DC., M. splendens 280

(Sw.) DC., M. tomentosa (Aubl.) DC., Campomanesia dichotoma (O. Berg) Mattos, e Psidium guineense Sw. (LOURENÇO; BARBOSA, 2012). Estruturas micorrízicas: desconhecidas. Posição filogenética: R. maiae encontra-se filogeneticamente mais próximo as espécies R. fasciculatum e R. custos e R. arabicum (Figura 87), com 99%, 95% e 95% em valores de probabilidade bootstrap, respectivamente, a partir de análises da região 18S- ITS-28S do nrDNA (Figura 86) (BŁASZKOWSKI et al., 2019).

281

Figura 86: Árvore filogenética para Rhizoglomus maiae (18S-ITS-28S). Árvore consenso (50%) produzida por inferência Bayesiana e Máxima Verossimilhança a partir de análise da região 18S-ITS-28S do nrDNA de sequências de R. dalpeae, R. maiae e R. silesianum, assim como outras 27 espécies de FMA, incluindo C. claroideum como grupo externo. Os valores de probabilidade posterior da inferência (≥ 50) e bootstrap da Máxima Verossimilhança (≥50) são indicados próximos aos ramos, respectivamente. A escala indica 0,1 de mudanças esperadas por trecho do ramo.

Descrição 282

Glomerosporos formados em clusters epígeos, compactos, sem perídio (gleba gminocárpica) (Figura 87: A). Cluster ochre quando fresco a marrom a medida que envelhece (A40M50C70). Cluster irregular, 12,4 x 6,5 mm, contendo centrenas de glomerosporos glomóides distribuídos randomicamente (Figura 87: B). Glomerosporos marrom claro (A50M20C20), globosos a subglobosos, (63‒)72(‒82) µm em diâmetro, raramente ovoide, 57‒68 × 68‒89 µm, com uma hifa de sistentação. Parede do glomerosporo composto por quatro camadas (Figura 87: C - F). A primeira camada é evanescente, hialina, (0.8‒)1.3(‒2.0) µm em espessura, frequentemente bem deteroriorada. Segunda camada uniforme, flexível, permanente, hialina. (1.0‒)1.4(‒2.0) µm, fortemente aderente a superfície da terceira camada. Terceira camada flexível, permanente, marrom claro (A50M20C20), (4.8‒) 13.7(‒22.3) µm em espessura, consistindo de lâminas finas, < 0,5 µm, usualmente aderente uma a outra. Quarta camada uniforme, flexível, permanente, hialina, 1 – 1,3 µm. Terceira e quatro camada reagem ao Melzer, adquirindo tom marrom escuro tendendo ao purpúra (A40M90C60). Hifa de sustentação hialina, reta ou recurvada, cilíndrica, raramente em forma de funil ou levemente constricta na base, atingindo (6.8‒)9.6(‒11.8) µm. Parede da hifa contínua com camadas da parede do glomerosporo. Canal formado por terceira ou quarta camada, (1.5‒)2.9(‒4.3) µm. 283

Figura 87: R. maiae. A: Glomerocarpo; barra de escala = 50 μm; B: Glomerosporos distribuídos randomicamente, de forma abundante; Melzer; barra de escala = 50 μm; C – Primeira, segunda, terceira e quarta camada do glomerosporo (c1, c2, c3 e c4); PVLG; barra de escala = 10 μm; D: Segunda, terceira e quarta camada; PVLG; barra de escala = 10 μm.; E: Hifa de sustentação (hs); Melzer, barra de escala = ; 10 μm.

Comentários

284

R. maiae produz glomerosporos amarelo amarronzados compostos por quatro camadas na parede, das quais a terceira camada é flexível, assim como R. natalense e R. venetianum (BŁASZKOWSKI et al., 2014; TURRINI et al., 2018). R. natalense, espécie também coletada no Rio Grande do Norte, igualmente em condição ambiental de restinga, possui composição da parede idêntica: primeira camada evanescente, hialina, seguida poro camada unitária, laminada e flexível. A primeira camada de R. natalense, no entanto, é mais espessa, atingindo até o dobro em dimensões, (5,3 µm) e a terceira camada é relativamente menor (até 14 µm) (BŁASZKOWSKI et al., 2014). Além disso, R. natalense apresenta reação na primeira e terceira camada, adquirindo tons vermelho esverdeado e violeta amarronzado, respectivamente, enquanto R. maiae apresenta reação na terceira e quarta camadas, adquirindo tons marrom claro a viometa amarronzado e rosa pastel, respectivamente (BŁASZKOWSKI et al., 2014). R. venetianum, por sua vez, apresenta propriedade expansiva na terceira camada, aumentando sua espessura de 20 – 3,5 μm para até 7,5 μm quando submetido a reagentes ácidos (TURRINI et al., 2018). Ademais, apresenta reação na primeira e segunda camada do glomerosporo, com tons que variam do rosa ao púrpura, para ambas (TURRINI et al., 2018). Filogeneticamente, R. maiae encontra-se mais relacionada com as espécies R. arabicum, R. custos e R. fasciculatum (KOSKE et al., 1981; BALGO; DALPÉ, 2009; BŁASZKOWSKI et al., 2014). R. custos também produz glomerosporos amarelos amarronzados e contendo quatro camadas na parede (BALGO; DALPÉ, 2009). Contudo, R. custos forma quatro camadas apenas no estágio maduro, em glomerosporos globosos. Quando jovens, os glomerosporos são hialinos a amarelo pálidos e formam três camadas, e ao atingir a maturidade uma camada adicional flexível é formada entre a segunda e terceira, adquirindo também, pigmentação, com tom de amarelo pálido a amarelo amarronzado (BALGO; DALPÉ, 2009). Porém essa camada também é inexistente nos glomerosporos que apresentam forma irregular. R. custos apresenta reação ao Melzer apenas na quarta camada, sendo intensa e atingindo tom vermelho escuro. R. arabicum e R. fasciculatum são mais fáceis de distinguir principalmente devido a composição de suas paredes, com duas e três, respectivamente. R. arabicum forma glomerosporos hialinos, amarelo pálido a amarelo acinzentado, compostos por uma camada evanescente mucilaginosa, seguida por uma camada laminada (BŁASZKOWSKI et al., 2014). Já R. fasciculatum forma glomerosporos hialinos a 285 amarelo claro ou amarronzados, maiores que R. maiae, compostos por uma camada unitária seguida por camada laminada e camada flexível (KOSKE et al., 1981).

Espécie

Redeckera sp. nov.

Status da revisão: espécie nova confirmada por análise morfológica. Acesso: espécie cedida para análise pelo colaborador Marcelo Aloisio Sulzbacher, depositada após estudos no Herbário da Universidade Federal do Rio Grande do Norte, Natal, Rio Grande do Norte, sob código UFRN – Fungos 3267 (holótipo). Coletores: Marcelo Aloisio Sulzbacher e Iuri Goulart Baseia. Dados gerais: Acessos coletados em 10/11/2011 em área de restinga situada no Parque Estadual Dunas de Natal (5º46’S e 35º12’W), Natal, Rio Grande do Norte. A espécie possui ocorrência hipógea, próxima à espécie vegetal Eugenia excelsa O. Berg. A área apresenta cerca de 1.172 ha recoberta, em sua maior parte, por um tipo de formação em que há predominância de elementos peculiares à vegetação da Mata Atlântica e algumas espécies de Caatinga (Freire, 1990). Possui clima tropical úmido (Peel, 2007), com temperatura média anual de 25,5ºC e precipitação media anual de 1191 mm (Goto et al., 2012). Pode-se destacar a predominância de espécies pertencentes as famílias Anacardiaceae, Bignoniaceae, Fabaceae, Myrtaceae e Rubiaceae (GOTO et al, 2012). Estruturas micorrízicas: desconhecidas. Posição filogenética: desconhecida.

Descrição

Espécie se desenvolve em glomerocarpos marrons (A60M50C60), 4,8 – 5 x 3,2 –

3,7 x 2,8 – 3,2 mm, com perídio amarelo amarronzado (A40M30C30), contínuo a gleba, revestindo parcialmente o corpo de frutificação (gleba gimnocárpica), no qual os glomerosporos encontram-se dispersos randomicamente em arranjo não organizado (Figura 88: A). Glomerosporos formados terminalmente em hifa de sustentação, hialinos a amarelados (A70M20C20), elipsóides, (64-) 68,9 – 88,5 (-98,3) μm (Figura 88: B). Compostos por duas camadas permanentes nas paredes, ambas hialinas a amareladas, (A70M20C20), laminadas, finas, 1,5 – 1,7 μm e 1,3 – 2,7 μm, 286 respectivamente (Figura 88: C - F). Lâminas que compõem as camadas de difícil individualização, ocasionalmente duas unidades por camada. Conteúdo citoplasmático granuloso, denso, descentralizado, amarelo amarronzado a vermelho quando exposto a reagente de Melzer, (A70M50C40 – A70M60C40), globosos, 44,8 – 53 μm, a elipsoides (41,9-) 45,4 – 62,5 (-65,9) μm. Hifa de sustentação reta, larga, 7,1 – 8,9 μm, e curta, 4,9 – 6,8 μm (Figura 88: C). Parede da hifa contínua em cor e composição as a primeira e segunda camada do glomerosporos, 1,2 μm. Canal 1,1 μm, septo formado por lâmina interna (Figura 88: D).

287

Figura 88: Redeckera sp. nov.. A – Glomerocarpo; barra de escala = 1 mm. B – Glomerosporos; Melzer; barra de escala = 20 μm. C – Primeira e segunda camada do glomerosporo (c1 e c2), primeira e segunda camada da hifa (c1(hs) e c2(hs)) e conteúdo citoplasmático (cc); Melzer; barra de escala = 10 μm. D – Primeira e segunda camada do glomerosporo (c1 e c2 e septo (s); Melzer; barra de escala = 10 μm; E - Primeira e segunda camada do glomerosporo (c1 e c2); Melzer, barra de escala = 10 μm; F - Primeira e segunda camada do glomerosporo (c1 e c2); PVLG; barra de escala = 10 μm.

Comentários

Redeckera sp. nov. se diferencia de todas demais espécies por suas características de aspecto do glomerocarpo, cor, composição de parede e principalmente conteúdo citoplasmático. Das espécies descritas do gênero Redeckera, apenas R. canadensis e R. fragilis possuem glomerosporos compostos por duas camadas na parede, das quais a camada interna forma um septo na base da hifa (BERKELEY; BROOME, 1873; THAXTER, 1922). Contudo, ambas as espécies produzem glomerosporos hialinos, das quais o conteúdo citoplasmático configura coloração hialina a branco amarelado, com aspecto denso e centralizado, enquanto Redeckera sp. nov. apresenta glomerosporos maduros amarelos, com conteúdo citoplasmático com tom inédito, vermelho, denso, granuloso e descentralizado. R. fulva apresenta glomerocarpo com gleba não diferenciada, assim como Redeckera sp. nov., porém com tom geralmente ochre a variável, e, quando jovens, com aspecto cotonoso, recobrindo total ou parcialmente os glomerosporos (BERKELEY; BROOME, 1873). Alguns glomerosporos de Redeckera sp. nov. podem ser observados na superfície do glomerocarpo, com auxílio de esteremicroscópio, onde é possível verificar o conteúdo citoplasmático distintivamente em seu interior. Apesar de grandes, em um contexto geral das espécies que formam glomerocarpos, dentre as espécies do gênero Redeckera, apresenta dimensões medianas (até ≅ 5 mm) quando comparadas aos maiores glomerocarpos do gênero, R. fulva (até ≅ 10 mm), R. pulvinata (até ≅11 mm) e R. megalocarpa (até ≅ 38 mm).

5. CONCLUSÕES E PERSPECTIVAS

Os dados gerados pela presente tese corroboram as expectativas prévias de que as espécies esporocárpicas no filo Glomeromycota possuem alta diversidade 288 filogenética e que inventários conduzidos com enfoque nas regiões tropicais, particularmente, áreas de florestas densas úmidas, são estratégicos para desvendar a biodiversidade desconhecida. Revisões taxonômicas que se dediquem a reinterpretar e organizar as bases conceituais morfológicas das espécies são de extrema relevância para um entendimento acurado da diversidade do grupo e direcionamento do exercício taxonômico nas futuras descrições. Aspectos morfológicos próprios das espécies esporocárpicas, da sua natureza macroscópica e microscópica devem ser levados em considerações nas descrições das espécies, fortalecendo a delimitação dessas espécies e fomentando dados para o entendimento do percurso evolutivo da transição das espécies que formam glomerosporos isolados as espécies que formam clusters e glomerocarpos. Igualmente relevante é a busca pela taxonomia integrativa, uma vez que o cenário taxonômico atual tem se deparado com diagnósticos de natureza fortemente molecular. Nesse contexto, ações imprescindíveis são: 1) ampliação da amostragem em áreas estratégicas situadas nos domínios das florestas tropicais úmidas; 2) aplicação de metodologia de busca compatível com a natureza das espécies esporocárpicas nos inventários de diversidade; 3) desenvolvimento de técnicas de cultivos para espécies esporocárpicas em casa de vegetação, a fim de fomentar matéria prima biológica de qualidade para os estudos taxonômicos e filogenéticos e 4) esforços em sistematizar os avanços no grupo ao longo do tempo, como iniciativa de indicar lacunas e caminhos para a condução dos estudos no campo da taxonomia do filo Glomeromycota.

7. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS

AIDAR, M.P.M.; CARRENHO, R.; JOLY, C.A. 2004. Aspects of arbuscular mycorrhizal fungi in na Atlanctic Forest chronosequene in Parque Estadual Turístico do Alto Ribeira (PETAR), SP. Biota Neotropica 4: 1 – 5 ALENCAR, J.C.; ALMEIDA, R.A.; FERNANDES, N.P. 1979. Fenologia de espécies florestais em floresta tropical úmida de terra firme na Amazônia Central. Acta Amazon. 9:16–?198 ALEXOPOULOS, C.J.; MIMS, C.W.; BLACKWELL, M. 1996. Introductory Mycology. New York: John Wiley & Sons, 869 p. 289

Almeida, R.T. & Schenck, N.C. 1990b. A revision of the genus Sclerocystis (Glomaceae, Glomales). Mycologia 82: 703-714. AL-YAHYA’EI, M. N.; MULLATH, S. K.; ALDHAHERI, L. A.; KOZŁOWSKA, A.; BŁASZKOWSKI, J. 2017. Dominikia emiratia and Rhizoglomus dunense, two new species in the Glomeromycota. Botany 95:629– 639. ANDRADE-LIMA, D. 1966. Esboço fitoecológico de alguns brejos de Pernambuco. Boletim Técnico do Instituto de Pesquisas Agronômicas de Pernambuco 8: 1-27 APOEMA - Cultura Ambiental. Brejos ameaçados de desaparecer, 2014. Disponível em: http://www.apoena.org.br/artigos-detalhe.php?cod=191. Acesso em 31 de julho de 2019. AZEVEDO, J.L.; VAZOLLER, R.F. 2015. Taxonomia microbiana. Disponível em: Acesso em: 25 de janeiro de 2020. BEENA, K. R.; ARUN, A. B.; RAVIRAJA, N. S.; SRIDHAR, K. R. 2001. Association of arbuscular mycorrhizal fungi with plants of coastal sand dunes of west coast of India. Tropical Ecology 42: 213-222. BENTIVENGA, S. P.; HETRICK, B. A. D. 1991. Glomus mortonii sp. nov., a previously undescribed species in the Glomaceae isolated from the tallgrass prairie in Kansas. Mycotaxon 42: 9 – 15. BERCH, S. M.; FORTIN, J. A. 1983. Lectotypification of Glomus macrocarpum and proposal of new combination: Glomus australe, Glomus versiforme and Glomus tenerum (Endogonaceae). Canadian Journal of Botany 61: 2608-2617. BERCH, S. M.; KOSKE, R. E. 1986. Glomus pansihalos, a new species in the Endogonaceae, Zygomycetes. Mycologia 78: 832 – 836. BERCH, S.M. 1985. Acaulospora sporocarpia, a new, sporocarpic species, and emendation of the genus Acaulospora (Endogonaceae, Zygomycotina). Mycotaxon 23: 409-418. BERCH, S.M; FORTIN, J.A. 1983. Lectotypification of Glomus macrocarpum and proposal of new combinations: Glomus australe, Glomus versiforme, and Glomus tenebrosum (Endogonaceae). Canadian Journal of Botany 61: 2608-2617. BERKELEY, M.J.; BROOME, C.E. 1973. Enumeration of the Fungi of Ceylon. Journal Linnaean Society 14: 137. Blackwell M. 2011.The fungi: 1, 2, 3…5.1 million species? American Journal of Botany 98(3): 426–438. 290

BŁASZKOWSKI , J. 1995. Glomus corymbiforme, a new species in Glomales from Poland. Mycologia 87: 732-737. BŁASZKOWSKI, J., CHWAT, G., GÓRALSKA, A., GOTO, B.T. 2014a. Rhizophagus natalensis, a new species in the Glomeromycota. Mycotaxon. 129(1):97-108. BŁASZKOWSKI, J.; CHWAT, G., GÓRALSKA, A., RYSZKA, P.; ORFANOUDAKIS, M. 2014b. Septoglomus jasnowskae and Septoglomus turnauae, two new species of arbuscular mycorrhizal fungi (Glomeromycota). Mycological Progress. 13:999-1009. BŁASZKOWSKI, J.; CHWAT, G.; GÓRALSKA, A. 2016. Dominikia lithuanica and Kamienskia divaricata: new species in the Glomeromycota. Botany 94:1075–1085. BŁASZKOWSKI, J.; CHWAT, G.; GÓRALSKA, A.; BOBROWSKA-CHWAT, A. 2015a. Glomus tetrastratosum, a new species of arbuscular mycorrhizal fungi (Glomeromycota). Mycoscience. 56:280-286. BŁASZKOWSKI, J.; CHWAT, G.; GÓRALSKA, A.; RYSZKA, P, KOVÁCS GM (2015b) Two new genera, Dominikia and Kamienskia, and D. disticha sp. nov. in Glomeromycota. Nova Hedwigia 100:225–238. BŁASZKOWSKI, J.; CHWAT, G.; SYMANCZIK, S.; GÓRALSKA, A. 2015c. Dominikia duoreactiva sp. nov. and Dominikia difficilevidera sp.nov., two new species in the Glomeromycota. Botany 93:389–396. BŁASZKOWSKI , J.; KOVÁCS, G. M.; BALÁZS, T. 2009. Glomus perpusillum, a new arbuscular mycorrhizal fungus. Mycologia. 101(2): 247-255. BŁASZKOWSKI , J.; KOVÁCS, G.M.; BALÁZS, T.; ORLOWSKA, E.; SADRAVI, S.; WUBET, T.; BUSCOT, F. 2010. Glomus africanum and G. iranicum, two new species of arbuscular mycorrhizal fungi (Glomeromycota). Mycologia. 102(6):1450- 1462. BŁASZKOWSKI, J.; NIEZGODA, P.; PIĄTEK, M.; MAGURNO, F.;, MALICKA, M.; ZUBEK, S.; MLECZKO, P.; YOROU, N. S.; JOBIM, K.; VISTA, X. M.; LIMA, J. L. R.; GOTO, B. T. 2019. Rhizoglomus dalpeae, R. maiae, and R. silesianum, new species. Mycologia 1 – 16. BŁASZKOWSKI, J.; RYSZKA, P.; KOZŁOWSKA, A. 2018. Dominikia litorea, a new species in the Glomeromycotina, and biogeographic distribution of Dominikia. Phytotaxa 338:241–254. 291

BŁASZKOWSKI, J.; RYSZKA, P.; OEHL, F.; KOEGEL, S.; WIEMKEN, A. 2009. Glomus achrum and G. bistratum, two new species of arbuscular mycorrhizal fungi (Glomeromycota) found in maritime sand dunes. Botany 87:260–271. BŁASZKOWSKI, J.; TADYCH, M.; MADEJ, T. 2000. Glomus minutum, a new species in Glomales (Zygomycetes) from Poland. Mycotaxon 76: 187–195. BŁASZKOWSKI, J.; WUBET, T.; HARIKUMAR, V. S.; RYSZKA, P,; BUSCOT, F.; 2010. Glomus indicum, a new arbuscular mycorrhizal fungus. Botany 88:132–143. BŁASZKOWSKI, J; CHWAT, G; GÓRALSKA, A. 2015. Acaulospora ignota and Claroideoglomus hanlinii, two new species of arbuscular mycorrhizal fungi (Glomeromycota) from Brazil and Cuba. Mycological Progress. 14(4/18):1-11. BŁASZKOWSKI, J; NIEZGODA, P; PIĄTEK, M; MAGURNO, F; MALICKA, M; ZUBEK, S; MLECZKO, P; YOROU, N; JOBIM, K; VISTA, XM; LIMA, JLR; GOTO, BT. 2019. Rhizoglomus dalpeae, R. maiae, and R. silesianum, new species. Mycologia. 111(6):965-980. BONFANTE-FASOLO, P. 1984. Anatomy and morphology of VA mycorrhizae. In: POWELL, C. L. & BAGYARAJ, D. J. (eds.). VA Mycorrhiza. Boca Raton: CRC Press, p. 5–33. BUENO C.G.; MOORA M. 2019. How do arbuscular mycorrhizal fungi travel?. New Phytologist, 222(2): 645–647. CABEILO, M.; GASPAR, L.; POLLERO, R. 1994. Glomus antarcticum sp. nov., a vesiculararbuscular mycorrhizal fungus from Antarctica. Mycotaxon 51: 123-128. CABRAL, D.C.; BUSTAMANTE, A.G. 2016. Metamorfoses florestais: culturas, ecologias e as transformações históricas da Mata Atlântica. Curitiba: Prismas. CANO, C.; BAGO, A.; DALPÉ, Y. 2009. Glomus custos sp. nov., isolated from a naturally heavy metal-polluted environment in southern Spain. Mycotaxon. 109:499- 512. CHAUVEL, A. 1982. Os latossolos amarelos, álicos, argilosos dentro dos ecossistemas das bacias experimentais do INPA e da região vizinha. Acta Amazo. 12:47–60. CORAZON-GUIVIM, M. A.; CERNA-MENDONZA, A.; GUERRERO-ABAD, J. C.; TAPULLIMA, A. V.; CARBALLAR-HERNÁNDEZ, S. C.; SILVA, G. AL.; OEHL, F. 2019. Nanoglomus plukenetiae, a new fungus from Peru, and a key to small-spored Glomeraceae species, including three new genera in the ―Dominikia complex/clades‖. Mycological Progress 18:1395–1409. 292

CORAZON-GUIVIN, M. A.; MENDOZA, A. C.; GUERRERO-ABAD, J. C.; VALLEJOS-TAPULLIMA, A.; CARBALLAR-HERNÁNDEZ, S.; SILVA, G. A.; OEHL, F. 2019. Microkamienskia gen. nov. and Microkamienskia peruviana,a new arbuscular mycorrhizal fungus from Western Amazonia. Nova Hedwigia 109:355–368. CPTEC. Clima e monitoramento. Disponível em: http://clima1.cptec.inpe.br/monitoramentobrasil/pt . Acesso em: 16 de agosto de 2018. DANGEARD, P.A. 1900. Le Rhizophagus populinu.s Dangeard. Le Botaniste 7: 285– 289. DANIELS, B.A; TRAPPE, J.M. 1979. Glomus epigaeus sp. nov., a useful fungus for VA mycorrhizal research. Canadian Journal of Botany 57: 539-542. DAVISON, J.; MOORA,M.; ÖPIK, M.; ADHOLEYA, A.; AINSAAR, L. et al. 2015. Global assessment of arbuscular mycorrhizal fungus diversity reveals very low endemism. Science 349: 970973. DEAN, W. 1995. A Ferro e Fogo: A História e a Devastação da Mata Atlântica brasileira. cia. das letras, São Paulo. DECLERCK, S.; CRANENBROCK, S.; DALPÉ, Y.; SÉGUIN, S.; GRANDMOUGIN- FERJANI, A.; FONTAINE, J. & SANCHOLLE, M. 2000. Glomus proliferum sp. nov.: a description based on morphological, biochemical, molecular and monoxenic cultivation data. Mycologia 92: 1178-1187. DINIZ-FILHO, J. A. F.; TERRIBILE, L. C.; de OLIVEIRA, G. ; RANGEL, T. F. 2009. Padrões e processos ecológicos e evolutivos em escala regional. Megadiversidade 5: 5. FLORA DO BRASIL. 2015. Lista de espécies da flora do Brasil. Disponível em: Acesso em: 25 de fevereiro de 2015. FURRAZOLA E, GOTO BT, SILVA GA, TORRES-ARIAS Y, MORAIS T, LIMA CEP, FERREIRA ACA, PORTO MCL, MAIA LC, SIEVERDING E, OEHL F. 2013. Acaulospora herrerae, a new pitted species in the Glomeromycetes from Cuba and Brazil. Nova Hedwigia. 97:401-413. GALETTI, M.; J.C. FERNANDEZ. 1998. Palm heart harvesting in the Brazilian Atlantic forest: changes in industry structure and the illegal trade. Journal of Applied Ecology 35: 294-301. GANEM, R.S. 2011. Conservação da Biodiversidade Legislação e Políticas Públicas. Organização Biblioteca Digital da Câmara dos Deputados Centro de Documentação e Informação Coordenação de Biblioteca. Disponível em: Acesso em: 31 de julho de 2019. 293

GERDEMANN, J. W.; TRAPPE, J. M. 1974. The Endogonaceae of the Pacific Northwest. Micologie Memoir 5: 1 – 76. GERDEMANN, J.W. & BAKSHI, B.K. 1976. Endogonaceae of lndia: Two new species. Transactions of the British Mycological Society 66: 340-343. GIOVANETTI, M; AVIO, L.; SALUTINI, L. 1991. Morphological, cytological, and ontogenetic characteristics of new species of vesicular-arbuscular mycorrhizal fungus. Can. Jr. Bot. 69: 161-167. GIRÃO, J.B.C. 2006. História da Área de Proteção Ambiental da Serra de Baturité. In: Pinheiro, D.R.C. (Org.). Desenvolvimento sustentável: desafios e discussões. Fortaleza: ABC, p. 367–384. GIULIETTI, A.M., RAYMOND, M.H., QUEIROZ, L.P. & WANDERLEY M.G.L., van den BERG, C. 2005. Biodiversity and conservation of plants in Brazil. Conserv. biol. 19 :632-639. GIULIETTI, A.M.; HARLEY, R.M.; QUEIROZ, L.P.; WANDERLEY, M.G.L.; VAN DE BERG, C. 2005. Biodiversidade e conservação das plantas no Brasil. Megadiversidade 1: 52-61. GOTO B.T, JOBIM K. 2020. Laboratório de Biologia de Micorrizas. Disponível em: < http://glomeromycota.wixsite.com/lbmicorrizas >. Acesso em: 08/04/2019. GOTO B.T., JOBIM, K. 2017. Uma breve história sobre a ocorrência de espécies de Fungos Micorrízicos Arbusculares (Glomeromycota) no Brasil. In: Moreira FMS, Kasuya MCM (Org.). Fertilidade e Biologia do Solo: integração e tecnologia para todos. Viçosa: Sociedade Brasileira de Ciência do Solo, p 465–500. GOTO, B.T. Taxonomia de Glomeromycota: revisão morfológica, chaves dicotômicas e descrição de novos táxons. 2009. 358 f. Tese (Doutorado em Biologia de Fungos) - Universidade Federal de Pernambuco, Recife. 2009. GOTO, B.T.; ARAÚJO, A.F.; SOARES, A.C.F.; FERREIRA, A.C.A.; MAIA, L.C.; SOUZA, C.S. & SILVA, G.A. 2013. Septoglomus titan, a new fungus in the Glomeraceae (Glomeromycetes) from Bahia, Brazil. Mycotaxon. 124:101-109. GOTO, B.T.; AZEVEDO DE ASSIS, D.M.; GOMES DE SOUZA, R.; ALVES DA SILVA, D.K.; ALMEIDA FERREIRA, A.C. DE; JOBIM, K.; ARAGÃO DE MELLO, C.M.; VIEIRA, H.E.E.; MAIA, L.C.; SILVA, G.A. DA; OEHL, F. 2012a. Intraornatosporaceae (Gigasporales), a new family with two new genera and two new species. Mycotaxon. 119:117-132. 294

GOTO, B.T.; JARDIM, J.G.; DA SILVA, G.A.; FURRAZOLA, E.; TORRES-ARIAS, Y.; OEHL, F. 2012b. Glomus trufemii (Glomeromycetes), a new sporocarpic species from Brazilian sand dunes. Mycotaxon. 120:1-9. GOTO, B.T.; DA SILVA, G.A.; COSTA MAIA, L.; GOMES DE SOUZA, R.; COYNE, D.; TCHABI, A.; LAWOUIN, L.; HOUNTONDJI, F.; OEHL, F. 2011. Racocetra tropicana, a new species in the Glomeromycetes from tropical areas. Nova Hedwigia. 92(1-2):69-82. GOTO, B.T.; DA SILVA, G.A.; COSTA MAIA, L.; OEHL, F. 2010. Dentiscutata colliculosa, a new species in the Glomeromycetes from Northeastern Brazil with colliculate spore ornamentation. Nova Hedwigia. 90(3-4):383-393. GOTO, B.T.; JARDIM, J.G.; SILVA, G.A. ; FURRAZOLA, E.; TORRES-ARIAS, Y.; OEHL, F. 2012b. Glomus trufemii (Glomeromycetes), a new sporocarpic species from Brazilian sand dunes. Mycotaxon 120: 1-9. GOTO, B.T.; MAIA, L.C. 2005. Sporocarpic species of arbuscular mycorrhizal fungi (Glomeromycota), with a new report from Brazil. Acta bot. bras. 19: 633–637 GOTO, B.T.; MAIA, L.C. 2006. Glomerospores: a new denomination for the spores of Glomeromycota, a group molecularly distinct from the Zygomycota. Mycotaxon 96: 129–132. GOTO, B.T.; MAIA, L.C.; ALVES DA SILVA, G.; OEHL, F. 2009. Racocetra intraornata, a new species in the Glomeromycetes with a unique spore wall structure. Mycotaxon. 109:483-491. GOTO, B.T.; MAIA, L.C.; OEHL, F. 2008. Ambispora brasiliensis a new ornamented species in the arbuscular mycorrhiza-forming Glomeromycetes. Mycotaxon 105: 11-18. GOTO, B.T.; MAIA, L.C.; OEHL, F. 2008. Ambispora brasiliensis, a new ornamented species in the arbuscular mycorrhiza forming Glomeromycetes. Mycotaxon. 105:11-18. GOTO, B.T.; PEREIRA, C.M.R.; NOBRE, C.P.; ZATORRE, N.P.; COVACEVICH, F.; BERBARA, R.L.L. & MAIA, L.C. 2013. Acaulospora endographis (Glomeromycetes), a new fungus with a complex spore wall. Mycotaxon. 123:403-408 GOTO, B.T.; SILVA, G.A.; ASSIS, D.M.A.; SILVA, D.K.; SOUZA, R.G.; FERREIRA, A.C.A.; JOBIM, K.; MELLO, C.M.A.; VIEIRA, H.E.E.; MAIA, L.C.; GOTO, B.T.; SILVA, G.A.; MAIA, L.C.; OEHL, F. 2010. Dentiscutata colliculosa, a new species in the Glomeromycetes from Northeastern Brazil with colliculate spore ornamentation. Nova Hedwigia 90: 383–393. 295

GOVERNO DO CEARÁ. 2018. Apa da Serra de Baturité. Disponível em: http://www.ceara.gov.br/ Acesso em: 16 de agosto de 2018. HALL, I.R. 1977. Species and mycorrhizal infections of New Zealand Endogonaceae. Transactions of the British Mycological Society 68: 341-356. HAWKSWORTH, D. L.; LÜCKING, R. 2017. Fungal Diversity Revisited: 2.2 to 3.8 Million Species. Microbiol Spectr. 5(4). HENNINGS, P. 1897. Beiträge zur Pilzflora Südamerikas. II. Hedwigia. 36:190-246. HILLEBRAND, H. 2004. Strength, slope and variability of marine latitudinal gradients. Marine Ecology Progress Series 273:251-267. HIROSE, D.; DEGAWA, Y.; YAMAMOTO, K.; YAMADA, A. 2014. Sphaerocreas pubescens is a member of the Mucoromycotina closely related to fungi associated with liverworts na hornworts. Mycoscience: 55: 221-226. HU, H.T. 2002. Glomus spinosum sp. nov. in the Glomaceae from Taiwan. Mycotaxon 83: 159 – 164. IBAMA. 2018. Parque das Dunas. Disponível em: www.parquedasdunas.rn.gov Acesso em: 16 de agosto de 2018. IBGE, 1985. Atlas nacional do Brasil: região Nordeste. IBGE: Rio de Janeiro. JACKSON, R.M.; MASON, P.A. 1984. Mycorrhiza. London: Edward Arnold, 60 p. JOBIM K., VISTA X.M., GOTO B.T. 2017. Updates on the knowledge of Arbuscular Mycorrhizal Fungi (Glomeromycotina) in the Atlantic Forest biome - an example of very high species richness in the Brazilian landscape. Mycotaxon, 133(1):1–17. JOBIM K.; BŁASZKOWSKI J.; NIEZGODA P.; KOZŁOWSKA A.; ZUBEK S.; MLECZKO P.; CHACHUŁA P.; ISHIKAWA N.K.; GOTO B.T. 2019b. New sporocarpic taxa in the phylum Glomeromycota: Sclerocarpum amazonicum gen. et sp. nov. in the family Glomeraceae (Glomerales) and Diversispora sporocarpia sp. nov. in the Diversisporaceae (Diversisporales). Mycological Progress, 18:369–384. JOBIM, K.; LIMA, J. L. R. ; OLIVEIRA, N. V. L. ; GOTO, B. T. 2019a. Qual a relevância das espécies esporocárpicas na taxonomia e sistemática de Glomeromycota?. In: LUIZ ANTONIO DE OLIVEIRA; MARIA APARECIDA DE JESUS; ANI BEATRIZ JACKISCH MATSUURA; JULIANA GOMES DE SOUZA OLIVEIRA; LUADIR GASPAROTTO; REGINALDO GONÇALVES DE LIMA-NETO; LILIANE COELHO DA ROCHA. (Org.). Conhecimento, conservação e uso dos fungos?. 1ed.Manaus: INPA, 2019, v. 1, p. 41-52. 296

KATARŽYTĖ, M.; KUTORGA, E. 2011. Small mammal mycophagy in hemiboreal forest communities. of Lithuania. Open Life Sciences, 6(3): 446–456. KHADE, S. W. 2008. Morpho-taxonomy of synonyms: Glomus rubiforme and Glomus pachycaulis (Glomeromycota). Anales de Biología 30: 55-59. KIRK, P.M.; CANNON, P.F.; DAVID, J.C.; STALPERS, J.A. 2008. Dictionary of the Fungi. 10th ed., CABI Int. Publ., 784 p. KOSKE, R. E.; WALKER, C. 1985. Species of Gigaspora (Endogonaceae) with roughened outer walls. Mycologia 77: 702-720. KOSKE, R.E.; GEMMA, J.N. 1986. Glomus microaggregatum, a new species in the Endogonaceae. Mycotaxon 26: 125-132. KOSKE, R.E.; GEMMA, J.N. 1989. Glomus nanolumen (Endogonaceae), a new species from Hawaii. Mycologia 81: 935-938. KOSKE, R.E.; GEMMA, J.N. 1997. Mychorrhizae and sucession in plantings of beachgrass in sand dunes. American Journal of Botany 84: 118-130. KOSKE, R.E.; WALKER, C. 1985. Species of Gigaspora (Endogonaceae) with roughened outer walls. Mycologia. 77(5):702-720. KOWALCHUK, G.A.; SOUZA. F.A.; VAN VEEN. J.A. 2002. Community analysis of arbuscular mycorrhizal fungi associated with Ammophila arenaria in Dutch coastal sand dunes. Molecular Ecology 11: 571-581. KRÜGER, M.; STOCKINGER, H.; KRÜGER, C.; SCHÜßLER , A. 2009. DNA–based species level detection of Glomeromycota: one PCR primer set for all arbuscular mycorrhizal fungi. KUHAR, F.; FURCI, G.; DRESCHLER-SANTOS, E. R.; PFISTER, D. H. Delimitation of Funga as a valid term for the diversity of fungal communities: the Fauna, Flora & Funga proposal (FF&F). Ima Fungus 9: 71-74. LAMBAIS, M. R. 1996. Aspectos bioquímicos e moleculares da relação fungo-planta em micorrizas arbusculares. In: SIQUEIRA, J.O. (Ed.) Avanços em fundamentos e aplicação de micorrizas. Lavras: Editora UFLA, p. 5–38. LINS, R.C. 1989. As áreas de exceção do agreste de Pernambuco. SUDENE/PSU/SER. Série Estudos Regionais. Recife. 402p. LOURENÇO, A.R.L.; BARBOSA, M.R.V. 2012. Myrtaceae em restingas no limite norte de distribuição da Mata Atlântica, Brasil. Rodriguésia 63: 373–393. MAGNUSSON, W. E.; NOEMIA KAZUE ISHIKAWA, N. K.; LIMA, A. P.; DIAS, D. V.; COSTA, F. M.; HOLANDA, A. S. S.; SANTOS, G. G. A.; FREITAS, M. A.; 297

RODRIGUES, D. J.; PEZZINI, F. F.; BARRETO, M. R.; BACCARO, . B.; EMILIO, T.; VARGAS-ISLA, R. 2016. A linha de véu: a biodiversidade brasileira desconhecida Parcerias Estratégicas 21: 42. MAIA, L. C.; SILVA, F. S. B.; GOTO, B. T. 2010. Estrutura, ultraestrutura e germinação de glomerosporos. In: Siqueira, J.O.; de Souza, F.A.; Cardoso, E.J.B.N.; TSAI, S.M. (Org.). Micorrizas: 30 anos de pesquisas no Brasil. Lavras: Editora UFLA, p 76 – 118. MANGAN S.A., ADLER G.H. 2002. Seasonal dispersal of arbuscular mycorrhizal fungi by spiny rats in a neotropical forest. Oecologia, 131(4): 587–597. MARINHO, F.; SILVA, G. A.;, FERREIRA, A. C. A.; VERAS, J. S. N.; GOTO, B. T.; MAIA, L. C.; OEHL, F. 2014. Bulbospora minima, a new species in the Gigasporales from semi-arid Northeast Brazil. Sydowia. 66(2):313-323. MARSCHNER, H.; Dell, B. 1994. Nutrient uptake in mycorrhizal symbisosis. Plant Soil 159: 89 – 102. MCGEE P. A.; TRAPPE, J. M. 2002. The Australian zygomycetous mycorrhizal fungi. II. Further Australian sporocarpic Glomaceae. Australian Systematic Botany 15: 115- 124. MCGEE, P.A. 1986. Further sporocarpic species of Glomus (Endogonaceae) from South Australia. Transactions of the British Mycological Society 87: 123-129. MELLO, C. M. A.; SILVA, G. A.; VIEIRA, H. E. E.; SILVA, I. R.; MAIA, L. C.; OEHL, F. 2012. Fuscutata aurea, a new species in the Glomeromycetes from cassava and maize fields in the Atlantic rain forest zone of Northeastern Brazil. Nova Hedwigia. 95:267-273. MITTERMEIER, R. A.; FONSECA, G. A. B.; RYLANDS, A. B.; BRANDON, K. 2005. A brief history of biodiversity conservation in Brazil. Conservation Biology 19(3): 601-611. MOREIRA, M.; BARETTA, D.; TSAI, S.M.; CARDOSO, E.J.B.N. 2009. Arbuscular mycorrhizal fungal communities in native and in replanted Araucaria forest. Scientia Agricola 66: 677-684. MORTON, J.B.; BENNY, G.L. 1990. Revised classification of arbuscular mycorrhizal fungi (Zygomycetes). A new order, Glomales, two new suborders, Glomineae and Gigasporineae, and two new families, Acaulosporaceae and Gigasporaceae, with an emendation of Glomaceae. Mycotaxon 37: 471–491. 298

MORTON, J.B.; REDECKER, D. 2001. Two new families of Glomales, Archaeosporaceae and Paraglomaceae, with two new genera Archaeospora and Paraglomus, based on concordant molecular and morphological characters. Mycologia 93: 181-195. MORTON, J.B.; REDECKER, D. 2001. Two new families of Glomales, Archaeosporaceae and Paraglomaceae, with two new genera Archaeospora and Paraglomus, based on concordant molecular and morphological characters. Mycologia 93: 181-195. MYERS, N. 1988. Treatened biotas: hotspots in tropical forests. Environmentalist 8: 187-208.New Phytologist: 183(1):212–23. NICOLSON, T. H.; GERDEMANN, J. W. 1968. Mycorrhizal Endogone species. Mycologia 60: 313-325. NICOLSON, T. H.; SCHENCK, N. C. 1979. Endogonaceous mycorrhizal endophytes in Florida. Mycologia 71: 178-198. OEHL, F.; DA SILVA, G. A.; GOTO, B.T.; SIEVERDING, E. 2011. Glomeromycota: three new genera and glomoid species reorganized. Mycotaxon. 116:75-120. OEHL, F.; REDECKER, D.; SIEVERDING, E. 2005. Glomus badium, a new sporocarpic mycorrhizal fungal species from European grasslands with higher soil pH. Journal of Applied Botany and Food Quality-Angewandte Botanik 79: 38-43 2005. OEHL, F.; SÁNCHEZ-CASTRO, I.; SOUSA, N. M. F.; SILVA, G. A.; PALENZUELA, J. 2015. Dominikia bernensis, a new arbuscular mycorrhizal fungus from a Swiss no-till farming site, and D. aurea, D. compressa, and D. indica, three new combinations in Dominikia. Nova Hedwigia 101:65–76. OEHL, F.; SÁNCHEZ-CASTRO, I; SILVA, D. K. A.; SANTOS, V. M.; PALENZUELA, J.; SILVA, G. A. 2019. Septoglomus nigrum, a new arbscular mycorrhizal fungus from France, Germany and Switzerland. Nova Hedwigia. 109(1- 2):121-134. OEHL, F.; SOUZA, F.A. DE; SIEVERDING, E. 2008. Revision of Scutellospora and description of five new genera and three new families in the arbuscular mycorrhiza- forming Glomeromycetes. Mycotaxon. 106:311-360. OEHL, F.; WIEMKEN, A.; SIEVERDING, E. 2003. Glomus aureum, a new sporocarpic species in the Glomales from European grasslands. J Appl Bot 77:111–115. 299

OEHL, L.L.; LIMA, KOZOVITS, M.; SILVA, G. A.. 2014. Cetraspora auronigra, a new glomeromycete species from Ouro Preto (Minas Gerais, Brazil). Sydowia. 66(2):299-308. OLIVEIRA, J.R.G.; SOUZA, R.G.; SILVA, F.S.B.; MENDES. A.S.M.; YANO-MELO, A.M. 2009. O papel da comunidade de fungos micorrízicos arbusculares (FMA) autóctones no desenvolvimento de espécies vegetais nativas em área de dunas de restinga revegetadas no litoral do Estado da Paraíba. Revista Brasileira de Botânica 32: 663-670. OLIVEIRA, M. A.; GRILLO, S. A.; TABARELLI, M.. 2004. Forest edge in the Brazilian Atlantic Forest: drastic changes in tree species assemblages. Oryx 38: 389- 394. ÖPIK, M.; ZOBEL, M.; CANTERO, J. J.; DAVISON, J.; FACELLI, J. M. 2013. Global sampling of plant roots expands the described molecular diversity of arbuscular mycorrhizal fungi. Mycorrhiza 23, 411–430. PEEL, M.C.; FINLAYSON, B.L.; MCMAHON, T.A. 2007. Update world map of the Köppen–Geiger climate classification. Hydrol Earth Syst Sc 11:1633–1644. PEIXOTO, A. L.; BARBOSA, M. R.; MENEZES, M.; MAIA, L.C. In: EGLER, I. & SANTOS, M.M. (Coord.). Diretrizes e estratégias para a modernização de coleções biológicas brasileiras e a consolidação de sistemas integrados de informação sobre biodiversidade, Brasília: MCT/ CGEE, p.145-182, 2006. PEIXOTO, A. L.; BARBOSA, M. R.; MENEZES, M.; MAIA, L.C. In: EGLER, I. & SANTOS, M.M. (Coord.). Diretrizes e estratégias para a modernização de coleções biológicas brasileiras e a consolidação de sistemas integrados de informação sobre biodiversidade, Brasília: MCT/ CGEE, p.145-182, 2006. PEREIRA, CMR; GOTO, BT; SILVA, DKA; FERREIRA, ACA; DE SOUZA, FA; SILVA, GA; MAIA, LC; OEHL, F. 2015. Acaulospora reducta sp. nov. and A. excavata — two glomeromycotan fungi with pitted spores from Brazil. Mycotaxon. 130(4):983-995. PEREIRA, CMR; MAIA, LC; SANCHEZ-CASTRO, I; PALENZUELA, J; SILVA, DKA; SUDOVA, R; SYKOROVA, Z; RYDLOVA, J; CTVRTLIKOVA, M; GOTO, BT; SILVA, GA; OEHL, F. 2016. Acaulospora papillosa, a new mycorrhizal fungus from NE Brazil, and Acaulospora rugosa from Norway. Phytotaxa. 260(1):14-24. PEREIRA, CMR; MAIA, LC; SANCHEZ-CASTRO, I; PALENZUELA, J; SILVA, DKA; SUDOVA, R; SYKOROVA, Z; RYDLOVA, J; CTVRTLIKOVA, M; GOTO, 300

BT; SILVA, GA; OEHL, F. 2016. Acaulospora papillosa, a new mycorrhizal fungus from NE Brazil, and Acaulospora rugosa from Norway. Phytotaxa. 260(1):14-24. PINTO, L.P.; BEDÊ, L.; PAESE, A.; FONSECA, M.; PAGLIA, A.; LAMAS, I. 2006. Mata Atlântica Brasileira: os desafios para conservação da biodiversidade de um hotspot mundial. Pp. 91-118. In: ROCHA, C.F.D.; BERGALLO, H. G.; SLUYS, M. V.; ALVES, M. A. S. (Eds.). Biologia da Conservação: essências. São Carlos, RiMa. PIROZYNSKI, K.A. & DALPÉ, Y. 1989. Geological history of the Glomaceae, with particular reference to mycorrhizal symbiosis. Symbiosis 7: 1 – 36. PONTES, JS; SANTOS, VM; PEREIRA, CD; SILVA, GA; MAIA, LC; OEHL, F. 2017. Acaulospora spinulifera, a new arbuscular mycorrhizal fungal species from the Brazilian Cerrado and Atlantic Rain forest. Nova Hedwigia. 105(1-2):219-229. PRIMACK, R. B.; RODRIGUES, E. 2001. Biologia da Conservação. Vida. Londrina, Brasil. 327 pp. REDECKER, D.; MORTON, J.B.; BRUNS, T.D. 2000. Molecular phylogeny of the arbuscular mycorrhizal fungi Glomus sinuosum and Sclerocystis coremioides. Mycologia 92: 282 – 285. REDECKER, D.; RAAB, P.; OEHL, F.; CAMACHO, F.J. & COURTECUISSE, R. 2007. A novel clade of sporocarp-forming species of glomeromycotan fungi in the Diversisporales lineage. Mycological Progress 6: 35 – 44. RIBEIRO, M.N.G.; ADIS, J. 1984. Local rainfall variability – a potential bias for bioecological studies in the Central Amazon. Acta Amazon. 14:159–174. RODRÍGUEZ-ECHEVERRÍA, S.; FREITAS, H. 2006. Diversity of AMF associated with Ammophila arenaria ssp. arundinacea in Portuguese sand dunes. Mycorrhiza 16: 543–552. ROSE, S. L.; TRAPPE, J. M. 1980. Three new endomycorrhizal Glomus spp. associated with actinorrhizal shrubs. Mycotaxon 10: 413-420. ROSE, S.L. 1988. Above and belowground community development in a marine sand dune ecosystem. Plant and Soil 109: 215-226. ROTHWELL, F. M.; VICTOR, B. U. 1984. A new species of Endogonaceae: GIomus botryoides. Mycotaxon 20: 163-167. SANTOS, C.A.; FLORENZANO, T.G.; NORA, E.L.D. 2009. Estudo geológico– geomorfológico da sub–bacia leste do Araripe com aplicação de variáveis morfométricas derivadas a partir de dados SRTM. In: Simpósio Brasileiro de Sensoriamento Remoto. Anais. Natal: INPE, p. 3355–3362. 301

SCHENCK N.C.; PÉREZ Y. 1990. Manual for the identification of VA mycorrhizal fungi. Synergistic Publications, Gainesville. SCHENCK, N. C.; SMITH, G. 1982. Additional new and unreported species of mycorrhizal fungi (Endogonaceae) from Florida. Mycologia 74: 77- 92. SCHENCK, N. C.; SPAIN, J. I. L.; SIEVERDING, E.; HOWELER, R. H. 1984. Several new and unreported VA mycorrhizal fungi (Endogonaceae) from Colombia. Mycologia 76: 685-699. SCHENCK, N. C.; SPAIN, J. L.; SIEVERDING, E. 1986. A new sporocarpic species of Acaulospora (Endogonaceae). Mycotaxon 25: 111 -117. SCHÜßLER , A.; SCHWARZOTT, D.; WALKER, C. 2001. A new phylum, the Glomeromycota: phylogeny and evolution. Mycological Research 105: 1413 – 1421. SCHÜßLER, A.; WALKER, C. 2010. The Glomeromycota: a species list with new families and genera. Disponível em: . Acesso em: 25 de fevereiro de 2015. SIEVERDING, E. 1987. A VA mycorrhizal fungus, Glomus glomerulatum sp. nov., with two hyphal attachments and spores formed only in sporacarps. Mycotaxon 29: 73- 79. SIEVERDING, E; SILVA, G. A.; BERNDT, R; OEHL, F. 2014. Rhizoglomus, a new genus of the Glomeraceae. Mycotaxon. 129(2):373-386. SILVA, J.M.C.; TABARELLI, M.; FONSECA, M.T. 2004. As áreas e ações prioritárias para a conservação da biodiversidade da caatinga. p. 349–374. In. Silva, J.M.C.; M. Tabarelli, M.T. F., e L.V., Lins (Orgs). Biodiversidade da Caatinga: áreas e ações prioritárias para a conservação. Pernambuco: Ministério do Meio Ambiente. SILVEIRA, L. F.; BEISIEGEL, B. M.; CURCIO, F. F.; VALDUJO, P. H.; DIXO, M. et al. 2010. Para que servem os inventários de fauna? Estudos avançados 24: 1-35. SINCLAIR, R. C.; GREUNING, J. V.; EICKER, A. 2000. A new species of sporocarpic Glomales from South Africa. Mycotaxon 74: 337 – 342. SMITH, G. S.; SCHENCK, N. C. 1985. Two new dimorphic species in the Endogonaceae: Glomus ambisporum and Glomus heterosporum. Mycologia 77: 566- 574. SMITH, S.E.; READ, D. 2008. Mycorrhizal Symbiosis. San Diego: Academic Press, 800p. SONG, J.; LIANG, J.F.; MEHRABI-KOUSHKI, M.; KRISAI-GREILHUBER, I.; ALI, B.; BHATT, V. K.; CERNA-MENDOZA, A.; CHEN, B.; CHEN, Z. X.; CHU, H. L.; 302

CORAZON-GUIVIN, M. A.; DA SILVA, G. A.; DE KESEL, A.; DIMA, B.; DOVANA, F.; FAROKHINEJAD, R.; FERISIN, G.; GUERRERO-ABAD, J. C.; GUO, T.; HAN, L. H.; ILYAS, S.; JUSTO, A.; KHALID, A. N.; KHODADADI- POURARPANAHI, S.; L. I., T. H.; LIU, C.; LORENZINI, M.; LU, J. K.; MUMTAZ, A. S.; OEHL, F.; PAN, X. Y.; PAPP, V.; QIAN, W.; RAZAQ, A.; SEMWAL, K. C.; TANG, L. Z.; TIAN, X. L.; VALLEJOS-TAPULLIMA, A.; VAN DER MERWE, N. A.; WANG, S. K.; WANG, C. Q.; YANG, R. H.; YU, F; ZAPPAROLI, G.; ZHANG, M.; ANTONÍN, V.; APTROOT, A.; ASLAN, A.; BANERJEE, A.; CHATTERJEE, S.; DIRKS, A. C.; EBRAHIMI, L.; FOTOUHIFAR, K. B.; GHOSTA, Y.; KALININA, L. B.; KARAHAN, D.; LIU, J. Y.; MAITI, M. K.; MOOKHERJEE, A.; NATH, P. S.; PANJA, B.; SAHA, J.; ŃEVČÍKOVÁ, H.; VOGLMAYR, H.; YAZICI, K.; HAELEWATERS, D. 2019. Fungal Systematics and Evolution: FUSE 5. Sydowia. 71:141-245 SOUZA, F.A.; SILVA, I.C.L.; BERBARA, R.L.L. 2007. Fungos Micorrízicos Arbusculares: muito mais diversos do que se imaginava. Biodiversidade 5: 551-556. SPAIN, J.L.; CLAESSEN DE MIRANDA, J. 1996. Glomus brasilianum: an ornamented species in the Glomaceae. Mycotaxon. 60:137-142. SPAIN, J.L.; SIEVERDING, E.; SCHENCK, N.C. 1989. Gigaspora ramisporophora: a new species with novel sporophores from Brazil. Mycotaxon. 34(2):667-677. SPEGAZZINI, C. 1887. Las trufas argentinas (Tuberaceae argentinae). Anales de la Sociedad Científica Argentina. 24:120-127. STOCKINGER, H.; PEYRET–GUZZON M.; KOEGEL, S.; BOUFFAUD, M.L.; REDECKER, D. 2014. The largest subunit of RNA polymerase II as a new marker gene to study assemblages of arbuscular mycorrhizal fungi in the field. PLoS One: 9. STÜRMER, S.L.; KLAUBERG, F.; QUEIROZ, M.H.D.; MENDONÇA, M.M.D. 2006. Ocurrence of arbuscular mycorrhizal fungi in soils of early stages f a secondary sucession of Atlantic Forest in South Brazil. Acta Botanica Brasílica 20: 513 – 531. STÜRMER, S.L.; KLAUBERG, F.; QUEIROZ, M.H.D.; MENDONÇA, M.M.D. 2006. Ocurrence of arbuscular mycorrhizal fungi in soils of early stages f a secondary sucession of Atlantic Forest in South Brazil. Acta Botanica Brasílica 20: 513 – 531. STÜRMER, S.L.; SIQUEIRA, J.O. 2013. Fungos Micorrízicos. In: MOREIRA, F. M. S.; CARES, J.E.; ZANETTI, R.; STÜRMER, S.L. (Eds.). O Ecossistema solo: componentes, relações ecológicas e efeitos na produção vegetal. Lavras: Editora UFLA, p. 289-311. 303

Sulzbacher M.A., Grebenc T., Giachini A.J., Baseia, I.G., Nouhra, E.R. 2017. Hypogeous sequestrate fungi in South America – how well do we know them?. Symbiosis, 71(1): 9–17. SYMANCZIK, S.; AL–YAHYA’EI, M.N.; KOZŁOWSKA, A., RYSKA, P.; BŁASZKOWSKI, J. 2018. A new genus, Desertispora, and a new species, Diversispora sabulosa, in the family Diversisporaceae (order Diversisporales, subphylum Glomeromycotina. Mycological Progress 17(4): 437–449. TABARELLI, M.; MELO, M. D. V. C. LIRA, O. C. 2006. A Mata Atlântica do Nordeste, p. 149164. In: CAMPANILI, M.; PROCHNOW, M. (Eds.). Mata Atlântica Uma Rede pela Floresta. Brasília, Rede de Ongs da Mata Atlântica, 332 p. TABARELLI, M.; PINTO, L. P.; SILVA, J. M. C.; HIROTA, M. M.; BEDÊ, L. C. 2005. Desafios e oportunidades para a conservação da biodiversidade na Mata Atlântica brasileira. Megadiversidade 1: 132-138. TABARELLI, M.; PINTO, L. P.; SILVA, J. M. C.; HIROTA, M. M.; BEDÊ, L. C. 2005. Desafios e oportunidades para a conservação da biodiversidade na Mata Atlântica brasileira. Megadiversidade 1: 132-138. TABARELLI, M.; PINTO, L. P.; SILVA, J. M. C.; HIROTA, M. M.; BEDÊ, L. C. 2005. Desafios e oportunidades para a conservação da biodiversidade na Mata Atlântica brasileira. Megadiversidade 1: 132-138. TANDY, P. A. 1975. Sporocarpic species of Endogonaceae in Australia. Australian Journal of Botany 23: 849 – 866. TEDERSOO, L.; BAHRAM, M.; PÕLMEL, S.; KÕLJALG, U.; YOUROU, N. S. et al. 2014. Global diversity and geography of soil fungi. Science 28; 346(6213):1256688. THAXTER, R. 1922. A revision of Endogonaceae. Proceedings of the American Academy of Art and Sciences 57: 291 – 351. THAXTER, R. 1922. A revision of the Endogoneae. Proceedings of the American Academy of Arts and Sciences 57:289-350. TORRES-ARIAS, Y; FURRAZOLA, E; BERBARA, RLL; JOBIM, K; LIMA, JLR; GOTO, BT. 2017. GLOMUS HERRERAE, a new sporocarpic species of Glomeromycetes from Cuba. Current Research in Environmental & Applied Mycology 7(3):155-160. TRAPPE, J. M. 1977. Three new Endogonaceae: Glomus constrictus, Sclerocystis clavispora, and Acaulospara scrobiculata. Mycotaxon 6: 359-366. 304

TRAPPE, J. M. 1979. Glomus segmentatus sp. nov. Transactions of the British Mycological Society 73: 362. TRUFEM, S.B. 1995. Aspectos ecológicos de fungos micorrízicos arbusculares na rizosfera de plantas de restinga da Ilha do Cardoso, SP, Brasil. Revista Brasileira de Botânica 18: 51-60. TRUFEM, S.F.B. 1990. Aspectos ecológicos de fungos micorrízicos vesículoarbusculares da mata tropica tropical úmida da Ilha do Cardoso, SP, Brasil. Acta Botanica Brasilica 4: 31-45. TRUFEM, S.F.B.; MALATINSZKY, S.M.M.; OTOMO, H.S. 1994. Fungos micorrízicos arbusculares em rizosferas de plantas do litoral arenoso do Parque Estadual da Ilha do Cardoso, SP, Brasil. Acta Botanica Brasilica 8: 219-229. TRUFEM, S.F.B.; OTOMO, H.S.; MALATINSZKY, S.M.M. 1989. Fungos micorrízicos vesículos arbusculares em rizosferas de plantas em dunas do Parque Estadual da Ilha do Cardoso, São Paulo, Brasil. Acta Botanica Brasilica. 3: 141-152. TULASNE, L. R.; TULASNE, C. 1851. Fungi hypogaei. Imperial, Paris, P. 182. TURRINI, A; SARAN, M; GIOVANNETTI, M; OEHL, F. 2018. Rhizoglomus venetianum, a new arbuscular mycorrhizal fungal species from a heavy metal- contaminated site, downtown Venice in Italy. Mycological Progress. 17(11):1213-1224. VELOSO, H. P.; RANGEL FILHO, A. L. R.; LIMA, L. C. A. 1991. Classificação da vegetação brasileira, adaptada a um sistema universal. IBGE, Rio de Janeiro, Brasil, 124 p. WALKER, C. 1983. Taxonomic concepts in the Endogonaceae: spore wall characteristics in species descriptions. Mycotaxon 18:443–455. WALKER, C.; DIEDERICHS, C. 1989. Scutellospora scutata sp. nov., a newly described endomycorrhizal fungus from Brazil. Mycotaxon. 35(2):357-361 WALKER, C.; GIOVANNETTI, M.; AVIO, L.; CITERNESI, A. S. & NICOLSON, T. H. 1995. A new fungal species forming arbuscular rnycorrhizas: Glomus viscosum. Mycological Research 99:1500-1506. WETTSTEIN, F. 1915. Geosiphon Fr Wettst, eine neue, interessante Siphonee. Österreichische botanische Zeitschrift 65: 145–56. WIJAYAWARDENE et al. 2020. Outline of Fungi and fungus-like taxa. Mycosphere 11: 1060-1456. WILSON, E. O. 1988. Biodiversity. National Academy Press: Washington D. C., USA. 305

WU C.G.; CHEN Z.O. 1986. The Endogonaceae of Taiwan: 1. A preliminary investigation on Endogonaceae of bamboo vegetation at Chi-Tou areas, Central Taiwan. Taiwania 31: 6588.