Université d’Oran Es-senia Faculté des Sciences de la Nature et de la Vie Département de Biotechnologie

Mémoire de Magister en Biotechnologie

Option: Intérêt des microorganismes en agriculture et en agroalimentaire

Présenté et soutenu publiquement par : Fatima BOUAZZA Thème:

Intérêt de la mycorhization contrôlée du Chêne vert (Quercus ilex L.) et du Pin d’Alep (Pinus halepensis Miller) par deux espèces de Terfez, en conditions gnotoxéniques et axéniques.

Soutenu le 02 / 07 / 2013 devant le jury composé de:

Pr Aoues. A., Univ. Oran Président

Pr. Hadjadj Aoul S., Univ. Oran Examinateur

Pr. Bellahcene M., C.U. Ain Témouchent Examinateur

Pr Fortas. Z., Univ. Oran Rapporteur Dédicaces

Je dédie ce modeste travail à :

L’âme de mon très cher père.

Ma très chère mère qui m’a toujours poussé et motivé

dans mes études qui n’auraient pas été couronnés de succès sans elle.

Je prie Allah, tout puissant de lui donner longue vie, santé et bonheur.

Ma très chère grand-mère Kheira.

Mon unique sœur Meriem.

Mes frères Mohamed, Zakaria, Youcef.

Ma très chère amie Nahla et sa famille (Mohammed, Khadidja, Abd El Rahman,

Haithem, Anisse, Ilyas et Tata Aziza).

Ma très chère amie Noudjoud.

Aux membres du laboratoire LBMB: Smahene, Saleha, Fatima, Warda,

Mokhtaria, Dahbia, Chahra, Fatima El Houaria, Samir, Mohammed.

A mes amies: Sarah, Karima, Saida. Remerciements

Je tiens tout d’abord à remercier Allah tout puissant, qui m’a donné la foi et la force et m’a illuminé le chemin pour mener à bien mon étude.

Ma profonde gratitude au Pr. Fortas Zohra qui a encadré ce travail et m’a accueilli au Laboratoire de Biologie des Microorganismes et de Biotechnologie de l’Université d’Oran. Sachez combien, je vous suis reconnaissante pour la confiance et la patience que vous m'avez accordée. Merci pour la rigueur, la disponibilité et la simplicité, ainsi pour la bonne humeur que vous avez manifesté tout au long de ce travail.

J’exprime mes vifs remerciements au Pr. Aoues A. de l’Université d’Oran pour l'honneur qu'il me fait en acceptant de présider ce jury.

Je voudrais remercier Pr. Hadjaj Aoul S., responsable du Laboratoire d’Ecologie végétale (Université d’Oran) pour avoir accepté d’examiner mon mémoire de Magister.

Mes vifs remerciements vont aussi au Pr. Bellahcène M. pour l’intérêt qu’il a porté à mon travail en acceptant de l’examiner. Je n’oublierai pas ses encouragements et sa sympathie tout au long de ce travail.

J'adresse ma reconnaissance à Mme Dib-Belahouel S., pour sa disponibilité, sa gentillesse, ses critiques objectifs et suggestions qui ont été d'un grand apport dans ce travail.

Je tiens à adresser mes plus sincères remerciements à tous les membres du Laboratoire pour leur accueil chaleureux et leur gentillesse. Je remercie tous ceux qui ont participé de près ou de loin à la réalisation de ce travail.

Mes dernières pensées iront à ma famille, mes amis, pour m’avoir soutenu et supporté durant ces années d’étude. Table des matières

Dédicace...... i Remerciements...... ii Liste des tableaux...... iv Liste des figures...... vii Introduction...... 1

Première partie: État des connaissances Chapitre I: Généralités sur les terfez 1. Rappel historique des terfez...... 3 2. Aire de répartition des terfez...... 4 2.1. Dans le monde...... 4 2.2. En Algérie...... 5 3. Ecologie des terfez ...... 9 3.1. Paramètres pédoclimatiques...... 9 3.2. Plantes associées aux terfez...... 11 4. Cycle biologique des terfez...... 13 5. La période de récolte des terfez...... 13 6. Position taxonomique des terfez...... 15 7. Description des deux espèces de terfez étudiées...... 17 8. Composition chimique et profil nutritionnel des terfez...... 19 9. Autres propriétés des terfez...... 20 9.1. Propriétés thérapeutiques des terfez...... 20 9.2. Activités enzymatiques des terfez...... 23 9.3. Activités antimicrobiennes des terfez...... 24

Chapitre II: Notions sur les mycorhizes 1. Description de la symbiose mycorhizienne...... 26 2. Les différents types de mycorhizes...... 26 2.1. Les ectomycorhizes...... 26 2.2. Les endomycorhizes...... 28 2.2.1. Endomycorhizes arbusculaires...... 29 2.2.2. Mycorhizes éricoïdes...... 29 2.2.3. Mycorhizes orchidoïdes...... 29 2.3. Les ectendomycorhizes...... 30 2.3.1 Mycorhizes arbutoïdes...... 30 2.3.2 Mycorhizes monotropoïdes...... 30 3. Les mycorhizes à terfez...... 30 4. Les avantages de l’association mycorhizienne...... 33 4.1. Bénéfices trophiques pour la plante...... 33 4.1.1. Amélioration de la disponibilité du phosphatée...... 34 4.1.2. Amélioration de la disponibilité de l’azotée...... 34 4.1.3. Amélioration du statut hydrique et résistance à la sécheresse...... 34 4.1.4. Autres éléments minéraux...... 35 4.2. Protection de la plante par le champignon...... 35 4.2.1. Protection contre les pathogènes...... 35 4.2.2. Protection contre les xénobiotiques...... 36 4.3. La production de phytohormones...... 36 4.4. Meilleure cohésion mécanique du sol...... 36 4.5. Autres bénéfices des mycorhizes...... 36 5. Bénéfices trophiques pour le champignon...... 37 6. La mycorhization des espèces végétales en conditions contrôlées...... 37 6.1. Production de plants...... 37 a) A partir de semis...... 37 b) Par micropropagation...... 37 6.2. Production d’inoculum des terfez...... 37 a) La suspension sporale...... 37 b) La culture mycélienne sur milieux gélosés ou liquides...... 37 c) Production de biomasse mycélienne en fermenteur...... 38 6.3. La synthèse mycorhizienne...... 38 7. La terfeziculture...... 40

Chapitre III: Données botaniques sur les espèces ligneuses étudiées 1. Généralités sur le chêne vert...... 41 1.1. Systématique de l’espèce...... 41 1.2. Répartition du chêne vert dans le monde...... 41 1.3. Répartition du chêne vert en Algérie...... 42 1.4. Caractères botaniques...... 43 1.5. Exigences écologiques de l’espèce...... 44 1.5.1. Exigences climatiques...... 44 1.5.2. Exigences édaphiques...... 44 1.6. Phénologie de l’espèce...... 44 1.7. Intérêt...... 44 2.1. Généralités sur le pin d’Alep...... 45 2.1. Systématique de l’espèce...... 55 2.2. Répartition du pin d’Alep dans le monde...... 46 2.3. Répartition du pin d’Alep en Algérie...... 47 2.4. Caractères botaniques...... 47 2.5. Exigences écologiques de l’espèce...... 48 2.5.1. Exigences climatiques...... 48 2.5.2. Exigences édaphiques...... 48 2.6. Phénologie de l’espèce...... 49 2.7. Intérêt économique de l’espèce...... 49

Deuxième partie : Etude expérimentale

Chapitre I: Matériel et Méthodes 1. Matériel...... 50 1.1. Origine du matériel fongique...... 50 1.2. Le matériel végétal...... 50 1.3. Le substrat de culture...... 51 2. Réalisation des synthèses mycorhiziennes...... 51 2.1. En conditions de serre...... 51 2.1.1. Désinfection de la terre...... 51 2.1.2. Désinfection des graines...... 53 2.1.3. Préparation de l’inoculum...... 53 2.1.4. Inoculation des plants...... 54 2.2. En conditions axéniques...... 54 2.2.1. Obtention des plantules aseptiques...... 54 2.2.2. Préparation des cultures mycéliennes...... 55 2.2.3. Inoculation des plants...... 55 3. Méthodes d’étude des mycorhizes...... 55 3.1. Examens macoscopiques et microscopiques des racines...... 55 3.2. Méthode d’évaluation de l’infection mycorhizienne...... 56 3.3. Méthode d’évaluation de l’indice de dépendance mycorhizienne...... 56 3.4. Méthode de mesure de la croissance des plants...... 57 4. Interprétation statistique...... 57

Chapitre II: Résultats et Discussion 1. Caractéristiques morphologiques des asques et ascospores de T.pinoyi et T. leptoderma.. 58 2. Associations mycorhiziennes entre T. pinoyi ou T. leptoderma / Pin d’Alep ou chêne vert...... 60 2.1. Effet de la mycorhization sur la croissance des plants inoculés...... 60 Hauteur de la partie aérienne des plants...... 60 Poids frais de la plante entière...... 61 Poids frais de la partie aérienne...... 61 Poids frais de la partie racinaire...... 61 Poids sec de la partie aérienne...... 62 Nombre de feuilles...... 62 Nombre de racines secondaires...... 62 Surface des feuilles de chêne vert...... 63 2.2. Le taux mycorhizien...... 74 2.3. Indice de dépendance mycorhizienne (IDMR)...... 77 3. Caractéristiques morphologiques des ectomycorhizes...... 80 3.1. Associations symbiotique P. halepensis / T. pinoyi et P. halepensis / T. leptoderma...... 80 Association P. halepensis / T. pinoyi...... 80 Association P. halepensis / T.leptoderma...... 81 3.2. Associations symbiotique Q. ilex / T. leptoderma et Q. ilex / T. pinoyi...... 86 Association Q. ilex / T. pinoyi...... 86 Association Q. ilex / T.leptoderma...... 86 4. Cultures axéniques de P. halepensis / T. pinoyi...... 92

Conclusion générale...... 97 Références bibliographiques...... 99 Annexes Résumé Liste des figures

Fig. 1: Quelques espèces du genre Helianthemum (Morte, 2009). a) Helianthemum almeriense; b) H .canariense; c) H.violaceum; d) H.hirtum………………………………………………………...….. 11 Fig. 2: Craquèlement du sol sableux indiquant la présence des ascocarpes de terfez (Loizides et al., 2011)………………………………………………………………………………….………………. 12 Fig. 3: Schéma hypothétique du cycle de vie du genre Terfezia (Fortas, 1990 modifié par Aibeche, 2008)……………………………………………………………………………….……………… .... 14 Fig. 4: Schéma du cycle biologique hypothétique des truffes du désert (Kagan-Zur et al., 2008)….. 14 Fig. 5: Position taxonomique des genres Terfezia et Tirmania dans les classifications ancienne et récente des Pézizales (in Dib-Bellahouel, 2012)…………………………………………………….. 16 Fig. 6: Morphologie des ascomes de Tirmania pinoyi (a) (Dib-Bellahouel et Fortas, 2011) et Terfezia leptoderma (b) (Castellano et Turkoglu, 2012)………………………………………………………. 18 Fig. 7: Les différents types mycorhiziens actuels représentés sur une coupe transversale de racine (Halle et al., 2008)……………………………………………………………………………………. 27 Fig. 8: Représentation schématique en trois dimensions de la structure interne d’une ectomycorhize (Anonyme 1)………………………………………………………………………………………….. 28 Fig. 9: Ectomycorhize de Hebeloma cylindrosporum dichotome et coralloïdes sur Pinus pinaster (Karabaghli et al., 1997)…………………………………………………………………………….. 28 Fig. 10: Vue au microscope photonique d’une section d’une racine de Tilia platyphyllos mycorhizée par Tuber brumale. Réseau de Hartig (Rh); Manteau (Mn) (Zeppa et al., 2005).…………………… 28 Fig. 11: Aspect de la surface du manteau formé par Tuber melanosporum (a) et Tuber brumale (b) (Hall et al., 2008)…………………………………………………………………………………….. 28 Fig. 12: Arbuscule mature formé dans une racine de poireau (Allium porrum). L’arbuscule est formé d’un tronc (T) et de nombreuses branches ramifiées (flèches) (Brundrett et al., 1984) …………… .29 Fig.13: Observation microscopique des vésicules dans les racines de Typha sp. (X200) (Al-Achkar et Ali, 2007)………………………………………………………………………….………………….. 29 Fig. 14: Coupes semi-fines d’une racine d’H. guttatum mycorhizée par: (1) T. arenaria en milieu riche en phosphore (G x 800); (2) T. pinoyi en milieu pauvre en phosphore (Gx1270), (3) T. arenaria en milieu pauvre en phosphore (Gx1060), montrant le réseau de Hartig (RH) des hyphes intracellulaires (E), cylindre central (CC), cellules corticales (CH) (Fortas, 1990; Fortas et Chevalier, 1992b)…..… 33 Fig. 15: Schéma du protocole de production des plants mycorhizés par les terfez in vivo et in vitro (Morte et al., 2008)…………………………………………………………………………………… 39 Fig. 16: Première fructification de T. boudieri obtenue après un an de transplantation des plants d’ H. sessiliflorum au champ (Slama et al., 2010)………………………………….……………………… 40 Fig. 17: Aire de répartition du Q. ilex dans le Bassin méditerranéen (Salmon, 2004)……………… 42 Fig. 18: Aire de répartition du Q. ilex en Algérie (Haichour, 2009)……………………..………… 42 Fig. 19: Arbre de Quercus ilex. (a) vue générale; (b) feuilles; (c) tronc. (Anonyme 2).………………43 Fig. 20: Aire de répartition du Pin d’Alep en région méditerranéenne (Fady et al., 2003)………… 46 Fig. 21: Aire de répartition du pin d’Alep en Algérie (Bentouati, 2006)…………………………… 47 Fig. 22: Schéma représentatif des différentes parties de pin d’Alep (Anonnyme 5)………………… 48 Fig. 23: Graines des espèces végétales utilisées. (a) P.halepensis, (b) Q. ilex……………………… 50 Fig. 24: Localisation de la station de prélèvement des échantillons du sol (forêt de Stidia) dans la wilaya de Mostaganem (Zitouni, 2010)………………………………………………….…………… 51 Fig. 25: Vue d’ensemble de la forêt de Stidia, prise en Février 2009 (Zitouni, 2010)……………… 52 Fig. 26: Taux de mycorhization des plants de P. halepensis (P) et Q. ilex (C) inoculés par T. pinoyi (TP), en conditions gnotoxéniques.………………………………………………………………… 76 Fig. 27:Taux de mycorhization des plants de P. halepensis (P) et Q. ilex (C) inoculés par T. leptoderma (TL), en conditions gnotoxéniques.……………………………………………………… 76 Fig. 28: Indice de dépendance mycorhizienne (IDMR) des plants de P. halepensis (P) inoculés par T. pinoyi (TP) et T. leptoderma (TL), en conditions gnotoxéniques…………………………………… 79 Fig. 29: Indice de dépendance mycorhizienne (IDMR) des plants de Q. ilex (C) inoculés par T. pinoyi (TP) et T. leptoderma (TL), en conditions gnotoxéniques………………………………………… 79 Fig. 30: Fragment de racine de Q. ilex inoculé avec T. pinoyi, contaminé par un champignon endomycorhizien……………………………………………………………………………………… 91

Liste des planches

Planche 1: Aspect des ascospores de Tirmania pinoyi et de Terfezia leptoderma au microscope photonique…………………………………………………………………………… 59 Fig. a: Ascospores sphériques et lisses de T. pinoyi. Gx 400. Fig. b: Ascospores de T. leptoderma sphériques et ornementées (flèche). Gx 400. Planche 2: Effet de l’inoculation de T. pinoyi ou T. leptoderma sur la croissance des plants de P. halepensis, après 16 mois de culture en serre……………………………… 71 Fig. a: Effet de l’inoculation de T. pinoyi et T. leptoderma sur la hauteur de la partie aérienne des plants de P. halepensis. Fig. b: Effet de l’inoculation de T. pinoyi et T. leptoderma sur le poids frais des plants de P. halepensis. Fig. c: Effet de l’inoculation deT. pinoyi et T. leptoderma sur le poids frais frais de la partie aérienne des plants de P. halepensis. Fig. d: Effet de l’inoculation de T. pinoyi et T. leptoderma sur le poids frais de la partie racinaire des plants de P. halepensis. Fig. e: Effet de l’inoculation deT. pinoyi et T. leptoderma sur le poids sec des plants de P. halepensis ,âgés de 16 mois. Fig. f: Effet de l’inoculation de T. pinoyi et T. leptoderma sur le nombre des feuilles des plants de P. halepensis. Fig. g: Effet de l’inoculation de T. pinoyi (P/TP) et T. leptoderma (T/lept) sur le nombre des racines secondaires des plants de P. halepensis. Planche 3: Effet de l’inoculation avec T. pinoyi ou T. leptoderma sur la croissance des plants de Q. ilex, après 16 mois de culture en serre. ………………………………………… 72 Fig. a: Effet de l’inoculation de T. pinoyi et T. leptoderma sur la hauteur de la partie aérienne des plants de Q. ilex. Fig. b: Effet de l’inoculation de T. pinoyi et T. leptoderma sur poids frais des plants de Q. ilex. Fig. c: Effet de l’inoculation de T. pinoyi et T. leptoderma sur le poids frais de la partie aérienne des plants de Q. ilex. Fig. d: Effet de l’inoculation de T. pinoyi et T. leptoderma sur le poids frais de la partie racinaire des plants de Q. ilex. Fig. e: Effet de l’inoculation de T. pinoyi et T. leptoderma sur le poids sec des plants de Q. ilex. Fig. h: Effet de l’inoculation de T. pinoyi et T. leptoderma sur la surface des feuilles des plants de Q. ilex. Fig. g: Effet de l’inoculation de T. pinoyi et T. leptoderma sur le nombre des racines secondaires des plants de Q. ilex. Fig. f: Effet de l’inoculation de T. pinoyi et T. leptoderma sur le nombre des feuilles des plants de Q. ilex. Planche 4: Effet de l’inoculation de T. pinoyi ou T. leptoderma sur la croissance des plants de P. halepensis, après 16 mois de culture en serre.………………………………… 73 Fig. a: Plants de P. halepensis inoculés et témoins âgés de 16 mois. Fig. b: Effet de l’inoculation de T. pinoyi (TP) sur la croissance de P. halepensis. Fig. e: Aspect des systèmes racinaires des plants de P. halepensis inoculés avec T. leptoderma (P/TL) et des plants témoins (P). Fig. d: Effet de l’inoculation de T. leptoderma (TL) sur la croissance de P. halepensis. Fig. c: Aspect des systèmes racinaires des plants de P. halepensis inoculés avec T. pinoyi (P/TP) et des plants témoins (P). Planche 5: Diversité morphologique des ectomycorhizes de P. halepensis associé à T. pinoyi observées sous la loupe binoculaire…………………………………………………… 83 Fig. a: Racine latérale de P. halepensis formant de nombreuses ectomycorhizes dichotomes. Fig. b: Dichotomie d’une racine mycorhizée montrant des apex renflés. Fig. c: Ectomycorhizes monopodiales de longueurs différentes avec des apex renflés. Fig. d: Racine de P. halepensis entourée par un filament blanc. Planche 6: Mycorhization de P. halepensis / T. pinoyi, en conditions gnotoxéniques.….. 84 Figs. a et b: Racine courte (monopodiale, dichotome) de P. halepensis mycorhizée (RM). Remarquer la présence d’une racine non infectée par le champignon (RNM). Gx 100. Fig. c: Aspect du manteau (Mn) formé par les hyphes de T. pinoyi sur une partie de la racine courte de P. halepensis. Gx 400. Fig. d: Fragment de racine de P. halepensismycorhizé par T. pinoyi montrant les hyphes intercellulaires dans le parenchyme cortical. Gx 400. Fig. e: Hyphes intercellulaires de T. pinoyi formant le réseau de Hartig (RH) dans les cellules racinaires de P. halepensis (RH). Gx 1000. Fig. f: Fragment de racine de P. halepensis non inoculé (Témoin) montrant l’absence d’infection des cellules corticales (CC). Gx 100. Planche 7: Mycorhization de P. halepensis / T. leptoderma, en conditions gnotoxéniques………………………………………………………………………………………. 85 Fig. a: Racines courtes dichotomes de P. halepensis colorées au bleu trypan et observées sous la loupe stéréoscopique. Fig. e: Fragment de racine de P. halepensis non inoculé (Témoin) montrant l’absence d’infection des cellules corticales (CC). Gx 400. Fig. b: Racine de P. halepensis montrant une partie mycorhizée (RM) par T. leptoderma et une partie non mycorhizée (RNM). Gx 100. Fig. c: Fragment de racine de P. halepensis mycorhizé par T. leptoderma montrant les nombreux hyphes qui s’insinuent entre les cellules corticales et forment le réseau de Hartig (RH). Gx 400. Fig. d: Hyphes intercellulaires de T. leptoderma formant le réseau de Hartig (RH). Gx 1000. Planche 8: Association symbiotique entre Quercus ilex et T. pinoyi après 16 mois de culture en serre. …………………………………………………………………………………… 89 Fig. a: Effet de l’inoculation avec T. pinoyi ou T. leptoderma sur la croissance des plants de Q. ilex cultivés en serre Figs. b 1 et 2: Effet de l’inoculation avec T. pinoyi sur la croissance aérienne et le système racinaire des plants Q. ilex par rapport au témoin (C). Fig. c : Développement des filaments mycéliens (flèche) à la surface des racines courtes d’un plant de Q. ilex inoculé avec T. leptoderma, observés sous la loupe stéréoscopique. Figs. d1, 2, 3: Fragments de racine de Q. ilex inoculés montrant la présence des hyphes intercellulaires (Hy) formant le réseau de Hartig dans le cortex racinaire (CC) et quelques hyphes intracellulaires (b). (Gx100 d1); (Gx400 d2); (Gx1000 d3). Planche 9: Association symbiotique entre Quercus ilex et T. leptoderma après 16 mois de culture en serre.…………………………………………………………………………………… 90 Figs. a 1et 2: Effet de l’inoculation avec T. leptoderma sur la croissance aérienne et le système racinaire des plants Q. ilex par rapport au témoin (C). Fig. b: Développement des filaments mycéliens (flèche) à la surface des racines courtes d’un plant de Q. ilex inoculé avec T. leptoderma, observés sous la loupe stéréoscopique. Fig. d: Fragment de racine d’un plant de Q. ilex témoin ne montrant aucune infection fongique. Gx 100. Fig. c1 et 2: Fragment de racine de Q. ilex montrant la présence des hyphes intercellulaires (Hy) dans le cortex racinaire (CC). (Gx 100 c1), et (Gx 400 c2). Planche 10: Association P. halepensis / T. pinoyi, en conditions axéniques après 09 mois de culture..………………………………………………………………………………………….. 96 Fig. a: Cultures axéniques des plantules de pin d’Alep inoculées (P/TP) et témoins (P), élevées en chambre de culture. Figs. b et c: Plantules axéniques de pin d’Alep inoculées par T. pinoyi (b) et aspect de la racine d’une plantule inoculée par le champignon (c). Figs. d et e: Racine de P. halepensis inoculée par T. pinoyi montrant la présence de dichotomie (d) portant des hyphes du champignon (e) (flèches). Figs. f et g: Fragment d’une racine de P. halepensis mycorhizée par T. pinoyi montrant la présence des hyphes (Hy) infectant le parenchyme cortical (f) et des hyphes septées intercellulaires s’insinuant entre les cellules corticales (CC) pour former le réseau de Hartig (RH). f: Gx 100; g:Gx 1000. Figs. h et i: Plantules axéniques de pin d’Alep témoin (h) et aspect d’une racine d’une plantule témoin (i). Liste des tableaux

Tableau 1: Distribution des terfez dans les pays méditerranéens……………………………………... 5

Tableau 2: Distribution des terfez dans les pays du Moyen-Orient……………………………….….. 7

Tableau 3: Distribution des terfez sur d’autres continents……………….…………………………… 8

Tableau 4: Principales caractéristiques de Tirmania pinoyi et Terfezia leptoderma (Alsheikh et Trappe, 1983 a; Janex-Favre et al.,1988; Fortas,1990; Diez et al.,2002; Morte et al., 2009; Castellano et Turkoglu, 2012).…………………………… …………………………………..…………………. 18

Tableau 5: Composition chimique des ascomes de quelques espèces de terfez …………………….. 21

Tableau 6: La composition minérale de quelques espèces de terfez………… ……………………... 22

Tableau 7: Les propriétés antimicrobiennes de quelques espèces de terfez ……………………….…24

Tableau 8: Les types de mycorhizes obtenus, en conditions contrôlées dans l’association entre les terfez et diverses espèces végétales (Zitouni, 2010)………… ……………………………………… 33

Tableau 9: Analyse de variance à un facteur de croissance (inoculation) pour la variable Hauteur de la partie aérienne des plantes (cm). (Association P. halepensis / T. pinoyi)…………………………… 66

Tableau 10: Analyse de variance à un facteur de croissance (inoculation) pour la variable poids frais (g). (Association P. halepensis /T. pinoyi)…………………….……………………………..……… 66

Tableau 11: Analyse de variance à un facteur de croissance (inoculation) pour la variable poids frais de la partie aérienne (g). (Association P. halepensis/T. pinoyi)……………………… ………………66

Tableau 12: Analyse de variance à un facteur de croissance (inoculation) pour la variable poids frais de la partie racinaire (g). (Association P. halepensis/T. pinoyi)……………………………...……..…66

Tableau 13: Analyse de variance à un facteur de croissance (inoculation) pour la variable poids sec (g). (Association P. halepensis/T. pinoyi)……………………………………….……………………. 66

Tableau 14: Analyse de variance à un facteur de croissance (inoculation) pour la variable nombre des feuilles. (Association P. halepensis/T. pinoyi)……………………………………………………….. 66

Tableau 15: Analyse de variance à un facteur de croissance (inoculation) pour la variable nombre des racines secondaires. (Association P. halepensis/T. pinoyi)……………………………………………66

Tableau 16: Analyse de variance à un facteur de croissance (inoculation) pour la variable Hauteur de la partie aérienne des plantes (cm). (Association P. halepensis/T. leptoderma)…………………...... 67

Tableau 17: Analyse de variance à un facteur de croissance (inoculation) pour la variable poids frais (g). (Association P. halepensis/T. leptoderma)……………..……………………………………...... 67

Tableau 18: Analyse de variance à un facteur de croissance (inoculation) pour la variable poids frais de la partie aérienne (g). (Association P. halepensis/T. leptoderma)……………………………….... 67

Tableau 19: Analyse de variance à un facteur de croissance (inoculation) pour la variable poids frais de la partie racinaire (g). (Association P. halepensis/T. leptoderma)……………………..…………. 67 Tableau 20: Analyse de variance à un facteur de croissance (inoculation) pour la variable poids sec (g). (Association P. halepensis/T. leptoderma)…………………………………………….……….... 67

Tableau 21: Analyse de variance à un facteur de croissance (inoculation) pour la variable nombre des feuilles. (Association P. halepensis/T. leptoderma)…………………………..…………………….... 67

Tableau 22: Analyse de variance à un facteur de croissance (inoculation) pour la variable nombre des racines secondaires. (Association P. halepensis/T. leptoderma)……………………………………... 67

Tableau 23: Analyse de variance à un facteur de croissance (inoculation) pour la variable Hauteur de la partie aérienne des plantes (cm). (Association Q.ilex/T. pinoyi)………………………………...… 68

Tableau 24: Analyse de variance à un facteur de croissance (inoculation) pour la variable poids frais (g). (Association Q.ilex/T. pinoyi)……………………………………………………………….…… 68

Tableau 25: Analyse de variance à un facteur de croissance (inoculation) pour la variable poids frais de la partie aérienne (g). (Association Q.ilex/T. pinoyi)……………………………………………… 68

Tableau 26: Analyse de variance à un facteur de croissance (inoculation) pour la variable poids frais de la partie racinaire (g). (Association Q.ilex/T. pinoyi)…………..………………………………… 68

Tableau 27: Analyse de variance à un facteur de croissance (inoculation) pour la variable poids sec (g). (Association Q.ilex/T. pinoyi)…………………………………………………………………… 68

Tableau 28: Analyse de variance à un facteur de croissance (inoculation) pour la variable nombre des feuilles. (Association Q.ilex/T. pinoyi)….…………………………………………………………… 68

Tableau 29: Analyse de variance à un facteur de croissance (inoculation) pour la variable nombre des racines secondaires. (Association Q.ilex/T. pinoyi)……………………………………………………68

Tableau 30: Analyse de variance à un facteur de croissance (inoculation) pour la variable surface des feuilles (cm2).(Association Q.ilex/T. pinoyi)………………………………………………………… 69

Tableau 31: Analyse de variance à un facteur de croissance (inoculation) pour la variable Hauteur de la partie aérienne des plantes (cm). (Association Q.ilex/T. leptoderma)…………………………….. 69

Tableau 32: Analyse de variance à un facteur de croissance (inoculation) pour la variable poids frais (g). (Association Q.ilex/T. leptoderma)……………...... ……..……………………………………..…69

Tableau 33: Analyse de variance à un facteur de croissance (inoculation) pour la variable poids frais de la partie aérienne (g). (Association Q.ilex/T. leptoderma)……………….……………...……….. 69

Tableau 34: Analyse de variance à un facteur de croissance (inoculation) pour la variable poids frais de la partie racinaire (g). (Association Q.ilex/T. leptoderma)………….………………………...….. 69

Tableau 35: Analyse de variance à un facteur de croissance (inoculation) pour la variable poids sec (g). (Association Q.ilex/T. leptoderma)………………..………………………………..…………..…69

Tableau 36: Analyse de variance à un facteur de croissance (inoculation) pour la variable nombre des feuilles(Association Q.ilex/T. leptoderma)…………………………………………………….…….. 69

Tableau 37: Analyse de variance à un facteur de croissance (inoculation) pour la variable nombre des racines secondaires. (Association Q.ilex/T. leptoderma)…………………..………………………… 70

Tableau 38: Analyse de variance à un facteur de croissance (inoculation) pour la variable surface des feuilles (cm2) (Association Q.ilex/T. leptoderma)…………………….………………………….……70 Tableau 39: Le taux de mortalité des plantes de P. halepensis en culture axénique…………….……92

Tableau 40: Analyse de variance à un facteur de croissance (inoculation) pour la variable Hauteur de la partie aérienne des plantes (cm).…………………………………………………….……...…….... 95

Tableau 41: Analyse de variance à un facteur de croissance (inoculation) pour la variable poids frais (g)…………………………………………………….……..………………………………………… 95

Tableau 42: Analyse de variance à un facteur de croissance (inoculation) pour la variable poids frais de la partie aérienne (g)………………………………………………….…….…………………… 95

Tableau 43: Analyse de variance à un facteur de croissance (inoculation) pour la variable poids frais de la partie racinaire (g)…………………………………………………….……..………………… 95

Tableau 44: Analyse de variance à un facteur de croissance (inoculation) pour la variable poids sec (g)…………………………………………………….……..………………………………………… 95

Tableau 45: Analyse de variance à un facteur de croissance (inoculation) pour la variable nombre des feuilles…………………………………………………….……..…………………………………… 95

Tableau 46: Analyse de variance à un facteur de croissance (inoculation) pour la variable nombre des racines secondaires…………………………………………………….……..……………………… 95 Introduction Inroduction

Introduction

Les truffes de désert ou terfez sont des champignons mycorhiziens, ascomycètes hypogés et comestibles. Ils sont représentés par les genres Terfezia, Tirmania, Delastria, Balsamia, Mattirolomyces et Picoa (Alsheikh et Trappe, 1983a et b Morte et al., 2000; Diez et al., 2002).

Ces champignons se développent principalement sur le pourtour du Bassin méditerranéen et au Proche et Moyen- Orient. En Algérie, ils sont abondants dans les régions steppiques et nord sahariennes et sont représentés par trois genres: Terfezia, Tirmania et Picoa (Fortas, 2009).

Les terfez ont un intérêt écologique mais aussi une valeur alimentaire (richesse en protéines, lipides, glucides, éléments minéraux et en vitamines) et certaines propriétés antioxydantes, antimutagènes, anticancirégènes et antibiotiques. Ils sont utilisés en biothérapie traditionnelle depuis l’antiquité (Bokhary et Parvez 1993; Omer et al., 1994; Al-Laith, 2010; Dundar et al., 2012).

Outre leur qualité nutritive et leurs propriétés thérapeutiques, les terfez sont des champignons symbiotiques qui vivent en association symbiotique mycorhizienne avec des plantes herbacées ou arbustives de la famille des Cistacées en particulier les genres Helianthemum et Cistus mais également avec quelques espèces végétales forestières.

Notre étude porte sur les effets de la mycorhization en conditions contrôlées de deux espèces forestières le pin d’Alep (Pinus halepensis) Miller et Quercus ilex L. (chêne vert) par deux espèces de Terfezia leptoderma Tul. et Tirmania pinoyi. Ces deux espèces végétales sont dominantes les forêts algériennes et sont utilisées dans le reboisement en zones littorales et steppiques (pin d’Alep) en Algérie. La mycorhization des plants en pépinière avec des champignons comestibles sélectionnés leur permettra de mieux résister aux conditions défavorables (variations des températures, attaques parasitaires…) lors de leur introduction par le biais de reboisements artificiels dans les zones fragilisées et de produire des fructifications de

1 Inroduction champignons épigés ou hypogés. C’est dans cette perspective que nous avons entrepris notre recherche sur la mycorhization contrôlée du pin d’Alep et du chêne vert avec Terfezia leptoderma et Tirmania pinoyi.

Notre travail a pour objectif principal de:

 mycorhizer en conditions gnotoxéniques et axéniques des plants de pin d’Alep issus de la germination des graines et des plants de chêne vert issus de la germination des glands avec deux espèces de terfez, Terfezia leptoderma et Tirmania pinoyi.  estimer la croissance des plants des deux espèces végétales inoculées avec Terfezia leptoderma et Tirmania pinoyi.  Evaluer le taux d’infection des plants inoculés par rapport aux témoins.  et enfin étudier la morphologie des mycorhizes obtenues.

2 Première partie Etat des connaissances Chapitre I Généralités sur les terfez Généralités sur les terfez

1. Rappel historique des terfez

Les terfez, appelés aussi les truffes de désert étaient connues et valorisées comme une denrée précieuse, bien avant que les truffes européennes aient émergé. D’après Loizides et al (2011), les contes les plus classiques sur les truffes, ou le Hydna, se rapportent à des espèces de Terfezia et de Tirmania plutôt qu’aux espèces de Tuber.

Ces champignons hypogés portent plusieurs appellations selon les peuples. Ils sont nommés terfez ou terfass en Afrique du nord (Fortas et Chevalier, 1992 a; Bouchareb, 1994; Khabar et al., 2001; Feeney, 2003; Slama et al., 2004) et "Al-Kamah" et "Al-Faga’a" au Moyen Orient. Le mot "Al-Kamah" signifie couvert ou caché, et "Al-Faga’a" le craquèlement du sol (Bokhary, 1987; Feeney, 2003; Bawadikji, 2004; Mandeel et Al-Laith, 2007; Shavit, 2008).

En Arabie Saoudite, des noms régionaux "Kholeissi" et "Zubaidi" sont également employés pour les deux variétés les plus connues (Hussein et Al-Ruqaie, 1999; Feeney, 2003).

D’autres noms sont également attribués aux truffes des sables comme:"Nabat Al-Radh", "Asqal","Bidat El-Ardh", "Afateeh", et "Banat Ober" (Mandeel et Al-Laith, 2007).

Les premiers enregistrements sur les truffes des sables ont été détectés sur des inscriptions Néo-Sumériennes, de la période 1728 -1531 J.C. Ce sont les Grecs qui étaient les premiers à considérer que la reproduction des truffes s’effectue par des spores, ainsi il y a plusieurs textes écrits en Grec classique par Platon, Aristote (Gulick, 1927).

Plutarque et Théophraste avaient expliqué que le développement des terfez est lié aux coups de tonnerre et aux éclairs, un mythe que se perpétue étonnamment jusqu’à ce jour chez les nomades bédouins du Sahara.

Dans la Rome antique, les truffes de désert étaient régulièrement importées de Libye, Lesbos et Carthage. Elles sont des aphrodisiaques mais sont fortement appréciées surtout comme un mets délicat pendant des fêtes et des banquets pour accueillir le général romain Lucullus (Feeney, 2003; Loizides et al., 2011).

D’après Pline et Théophraste, ces champignons précieux ont été servis aux pharaons, et ils ont été probablement consommés par les populations indigènes d'Afrique du Nord et du Moyen Orient dès la Préhistoire (Rayss 1959; Pagnol 1973).

3 Généralités sur les terfez

Avant l’Islam, plusieurs poètes arabes ont évoqué l’association entre les terfez et les hélianthèmes (in Aibeche, 2008) et ont aussi remarqué la liaison étroite qui existe entre ces champignons et certaines plantes herbacées (Cistacées) (in Fortas, 1990).

De nombreux auteurs (Rayss, 1959 in Alsheikh et Trappe, 1983 a; Pegler, 2002 et Laessoe et Hansen, 2007) ont rapporté que "la manne" évoquée dans le Coran (aliment que Dieu a offert aux israéliens), n’est qu’un genre de Terfez, Tirmania sp.

ﻗﻮﻟﮫ ﺗﻌﺎﻟﻰ ﻓﻲ اﻵﯾﺔ 160 ﻣﻦ ﺳﻮرة اﻷﻋﺮاف ﺑﻌﺪ ﺑﺴﻢ ﷲ اﻟﺮﺣﻤﻦ اﻟﺮﺣﯿﻢ

"و أﻧﺰﻟﻨﺎ ﻋﻠﯿﮭﻢ اﻟﻤﻦ و اﻟﺴﻠﻮى ﻛﻠﻮا ﻣﻦ طﯿﺒﺎت ﻣﺎ رزﻗﻨﺎﻛﻢ و ﻣﺎ ظﻠﻤﻮﻧﺎ وﻟﻜﻦ ﻛﺎﻧﻮا أﻧﻔﺴﮭﻢ ﯾﻈﻠﻤﻮن " a aussi évoqué une propriété médicinale des (ﺻﻠﻰ ﷲ ﻋﻠﯿﮫ و ﺳﻠﻢ) Notre prophète Mohamed terfez comme remède oculaire:

" اﻟﻜَﻤْﺄَةَ ﻣﻦ اﻟﻤﻦ و ﻣﺎءھﺎ ﺷﻔﺎء ﻟﻠﻌﯿﻦ"

En 1851, Tulasne et Tulasne ont créé le genre Terfezia, et ont rassemblé toutes les truffes d’Afrique sous le nom de T. leonis Tul.

Vers la fin du 18éme siècle, Chatin (1892 a) a étudié ces mycètes mystérieux et, par conséquent, il a créé le genre Tirmania et décrit plusieurs espèces de Terfezia.

D’autres espèces de Terfezia et de Tirmania ont ensuite été découvertes et décrites dans la littérature (Maire, 1906 ; Trappe, 1971 ; Malençon, 1973).

2. Aire de répartition des terfez

2.1. Dans le monde

Le terme "truffes de désert" est attribué aux mycètes hypogés d’après leur distribution typique dans les zones semi-arides à arides ou même à climat subsaharien (Trappe, 1990; Morte et al., 2000).

Les truffes du désert sont largement réparties sur le pourtour du Bassin méditerranéen (Tableau 1) et au Moyen Orient (Tableau 2). Quelques espèces se rencontrent au sud de l’Afrique, en Europe de l’Est, en Asie et dans les continents américain et australien (Tableau 3).

4 Généralités sur les terfez

2.2. En Algérie

Les terfez d’Algérie sont répartis dans trois zones bioclimatiques (Tableau 1):

 Dans les régions semi-arides du littoral: Stidia, Mostaganem, Annaba, Taref.  Dans les régions semi arides steppiques: Batna, Msila, Biskra, Boussaâda, Djelfa, El-Aricha, Ksar Chellala, Saida, El-Bayadh, Naama.  Dans les régions sahariennes: Bechar, Tindouf, Ghardaia, Ouargla, Tamanrasset. Dans ces régions les terfez sont récoltées en abondance pendant les années de bonne production; ils sont représentés par trois genres: Terfezia, Tirmania et Picoa (Fortas, 2009)

Tableau 1: Distribution des terfez dans les pays méditerranéens.

Pays Regions Genres et Espèces References

Régions littorales: Chatin 1892 b; Maire, 1906; Alsheikh et Stidia, Mostaganem, Terfezia boudieri Trappe, 1983 a et b; Fortas, 1980, 1990 ; Annaba, Taref Terfezia arenaria 2004; Fortas et Chevalier, 1988 , 1992 a et Régions steppiques: Terfezia claveryi b; Belkheir, 1991; Bouterfa,1993; Batna, Msila, Biskra, Tirmania pinoyi Bessaih,1994; Bouchareb,1994; Chellal, Boussaâda, Djelfa, Tirmania nivea 1995; Tadja,1996; Bessah,1998; Mohamed- Algérie El-Aricha, Ksar Picoa lefebvrei Benkada,1999; Diez et al., 2002; Dib, Chellala, Saida, El- 2002; Ferdman et al.,2005; Aibeche, 2008; Bayadh, Naama Bissati et Bradai, 2009; Neggaz, 2010; Régions Zitouni, 2010; Dib-Bellahouel et Fortas, sahariennes: Bechar, 2011 Tindouf, Ghardaia, Ouargla, Tamanrasset

Jarada, Maamora, Terfezia claveryi Alsheikh et Trappe, 1983 a; Diez et al., Arfoud, Aïn Beni Terfezia leptoderma 2002; Khabar, 2002; Roth-Bejerano et al. Methar, Figuig Terfezia arenaria 2004; Khabar et Amrani, 2004; Ferdman et Casablanca, Rabat, Terfezia leonis al., 2005; Bouziani et al., 2006; 2010; Rissani, Terfezia boudieri Khabar et al. 2001, 2011; Al-Laith, 2010; Maroc Tandrara,Tanger, Tirmania sp. Abourouh, 2011 Bouâarfa…. Tirmania nivea Tirmania pinoyi Picoa juniperi Delastria rosca

Terfezia boudieri Alsheikh et Trappe, 1983 a; Patouillard, Medenine, Gafsa, Terfezia claveryi 1984; Diez et al., 2002; Slama et Neffati, Ben Guardane, Tirmania nivea 2004 ; Slama et al., 2006, 2010, 2012; Tunisie Tataouine, Tozeur Tirmania pinoyi Sbissi et al. 2010, 2011; Patel, 2012 Picoa juniperi Picoa lefebvrei

Tirmania pinoyi Ahmed et al., 1981; Alsheikh et Trappe, Tirmania nivea 1983 a; Shamekh et al., 1985; Hansen et Libye Terfezia boudieri al., 2005; Al-Saadi et al., 2005

5 Généralités sur les terfez

El-Salloum, Tirmania nivea Hennings, 1895 in Alsheikh et Trappe, Près d’Alexandrie Terfezia boudieri 1983 a; Omer et al., 1994; Pacioni et El- Picoa juniperi Kholy, 1994; Hussain et Al-Ruqaie, 1999; Egypte Picoa lefebvrei Hifnawy et al., 2001; Pegler, 2002; Terfezia claveryi Mandeel et Al-Laith, 2007; Moustafa et Abdel-Azeem, 2010 in Abdel-Azeem, 2010

Terfezia leptoderma Janex- Favre et al., 1988; Riousset et al., France Terfezia olbiensis 1989; Laurent, 1996; Diez et al., 2002; Chevalier et al., 1984, 2004

Terfezia leonis Azevedo, 1987; Diez et al., 2002; Baeza et Portugal Terfezia arenaria al. 2004; Morte et al., 2008

Tirmania nivea Calonge et al., 1985; Moreno et al., 2000; Terfezia olbiensis Diez et al., 2002; Gutierrez et al., 2003; De Almeria, Grenada Terfezia arenaria Roman et Boa, 2004; Ferdman et al., 2005; Andalou, Murcia Terfezia leptoderma Pérez-Gilabert et al., 2005; Suz et al., Espagne Lorca, Îles de Terfezia claveryi 2006; Martinez, et al., 1997 in FAO, 2006; Canaries Terfezia boudieri Mauro et al., 2008; Morte et al., 2000, Picoa lefebvrei 2009; Kovács et al.,2009; Navarro-Ródenas Delastria rosca et al., 2011 Mattirolomyces terfezioides

Terfezia arenaria Montecchi et Sarasini, 2000; Kovács et al. Terfezia boudieri 2001; inVenturella et al. 2004; Sisto et al., Italie Sardaigne, Sicile Terfezia leptoderma 2006; Morte et al., 2008 Terfezia claveryi Terfezia terfezioides

Terfezia sp. Diamandis et Perlerou, 2008 Terfezia terfezioides Agnello et Kaounas, 2011; Kaounas et al., Grèce Picoa sp. 2011; Diamandis et al., 2011 Balsamia vulgaris

Terfezia boudieri Afyon, 1996; Gucin et Dulger, 1997; Sabra Elazığ Terfezia claveryi et Walter, 2001 in FAO 2006; Gucin et al., Urfa Terfezia arenaria 2010; Brkçi et al., 2011; Sesli et Denchev, Turquie Tirmania pinoyi 2012; Castellano et Turkoglu, 2012 Picoa lefebvrei Terfezia leptoderma

6 Généralités sur les terfez

Tableau 2: Distribution des terfez dans les pays du Moyen-Orient.

Pays Régions Genres et Espèces Références

Tirmania nivea Al-Sheikh et Trappe, 1983 a; Sawaya et al., 1985; Hafer Al Tirmania pinoyi Bokhary et al., 1987, 1989,1990; Bokhary et Parvez Arabie Batin, Terfezia boudieri 1988,1992; Hashem et Al- Obaid, 1996; Kirk et al., Saoudite Riyadh, Terfezia claveryi 2001; Hansen et al., 2005; Ali, 2006; Al-Alawi, entre Jouf et Phaeangium lefebvrei 2009; Al-Whaibi, 2009; Al-Ruqaie, 2002, 2009; Hail Al-Laith, 2010

Terfezia sp. Malençon, 1973; Awameh et AI-Sheikh, 1980; Terfezia boudieri Alsheikh et Trappe, 1983a et b; Diez et al., 2002; Koweït Terfezia claveryi Hansen et al., 2005; Ferdman et al., 2005 ; Tirmania nivea Mostowfizadeh-Ghalamfarsa et al., 2010 Tirmania pinoyi

Phaeangium lefebvrei Mandeel et Al-Laith, 2007; Al-Laith, 2010; Patel, Bahreïn Terfezia claveryi 2012 Tirmania nivea

Terfezia claveryi Moubasher, 1993 in Mandeel et Al-Laith, 2007; Qatar Tirmania nivea Al-Thani, 2010; Shamekh et Al-Qaradawi, 2011 Phaeangium lefebvrei

Baghdad Terfezia sp. Malençon, 1973; AI-Delaimy, 1977; Alsheikh et Terfezia boudieri Trappe, 1983a; Al-Naama et al, 1988; Abdullah et Iraq Terfezia claveryi al., 1989; Ewaze et Al-Naama, 1989; Hussan et Al- Tirmania nivea Ruqaie, 1999; Janakat et Nassar, 2010 Tirmania pinoyi

Tirmania pinoyi Malençon, 1973; Fallahyan, 1968 in Boukhry, Tarom, Fars, Tirmania nivea 1987; Kerman, Terfezia leonis Daneshpazhuh, 1991; Ammarellou, 2007; E Terfezia sp. Ammarellou et Trappe, 2007; Ammarellou et Iran Azerbaijan, Terfezia boudieri Saremi, 2008; Al-Laith, 2010; Mostowfizadeh Hormozgan, Terfezia claveryi Ghalamfarsa et al. 2010; Ammarellou et al. 2006, Sistan, Picoa lefebvrei 2007, 2011; Jamali et Banihashemi, 2012 a et b Baloochestan Picoa juniper

Jordanie Terfezia claveryi Janakat et Nassar, 2010; Dabbour et Takruri, 2002

Terfezia boudieri Alsheikh et Trappe, 1983 a; Aviram et al., 2004; Zeelim, Terfezia arenaria Roth-Bejerano et al., 2004; Hansen et al., 2005; Palestine Beer-Sheva Tirmania nivea Ferdman et al., 2005; 2009; Mostowfizadeh- Neguev Ghalamfarsa et al., 2010

Terfezia claveryi Chatin, 1892; Alsheikh et Trappe, 1983a; Syrie Jebel Bishri Tirmania pinoyi Bawadikji, 2004; Lonnqvist, 2004; Al Rahma, 2000 Tirmania nivea in Al-Alawi, 2009

7 Généralités sur les terfez

Tableau 3: Distribution des terfez sur d’autres continents.

Pays Régions Genres et Espèces Références

Kiraly et Bratek, 1992; Bratek et al., 1996; Mattirolomyces terfezioides Diez et al., 2002; Kovács, 2002; Gógán et Hongrie al., 2004; Kovács et al., 2001, 2007; Mostowfizadeh-Ghalamfarsa et al., 2010

Serbie Nord de Terfezia terfezioides Lawrynowicz et al., 1997 la Serbie

Terfezia Trappe, 1990; Francis et Bougher, 2002; Tirmania Trappe et al., 2008; 2010 Australie Picoa Mattirolomyces mulpu

Terfezia gigantea Trappe et Sundberg, 1977 in Lefevre, 2012; Picoa Fellner et Biber, 1989; Healy, 2003; Kovács Etats-Unis Mattirolomyces tiffanyae et al. 2008, 2011a Mattirolomyces mexicanus

Mexique Terfezia olbiensis Vàzquez-Garcia et al., 2002

Terfezia pfeilii Taylor et al., 1995; Pegler, 2002; Namibie Terfezia boudieri Hennings,1897 in Ferdman et al., 2005; Kagan-Zur et Roth Bejerano, 2006

Kalahari Terfezia pfeilii Kagan-Zur et al.,1995, 1999; Taylor, 1995, Basarwa Terfezia boudieri 2002; Roth-Bejerano et al., 2004; Ferdman Botswana et al., 2005; Rammeloo et Walleyn, 1993 in FAO 2006; Mostowfizadeh-Ghalamfarsa et al. 2010

Terfezia pferlii Marasas et Trappe, 1973; Ackerman et al., Afrique du Mattirolomyces 1975 ;Trappe et al., 2008; 2010 sud austroafricanus Choiromyces echinulatu

Madagascar Terfezia claveryi Bouriquet, 1970

Nopporo, Terfezia gigantea Kovacs et al., 2008 Japon Hokkaido

Chine Terfezia gigantea Zhang, 1992; Milius, 2008 in Kagan-Zur et Terfezia arenaria Roth-Bejerano, 2008

Malaisie Tirmania nivea Burkhill, 1935

8 Généralités sur les terfez

3. Ecologie des terfez

3.1. Paramètres pédoclimatiques

L’influence des conditions édaphiques et climatiques sur le développement du terfez est capitale (Fortas, 2009). De nombreuses études ont été effectuées sur les paramètres pédoclimatiques favorisant le développement et la production des terfez.

En Algérie, les terfez des régions littorales se développent sur un sol sablonneux, non salé, alcalin, riche en matière organique, pauvre en phosphore assimilable, bien pourvu en calcaire total et pauvre en calcaire actif (Fortas, 1990; Aïbeche, 2008; Zitouni, 2007, 2010). Tandis que les terfez des régions steppiques affectionnent des sols calcimagnésiques, carbonatés, rendzines à forte effervescence, de texture sablo-argilo-limoneuse, non salés, faiblement organiques et humides, pauvres en calcaire actif et en phosphore assimilable, riches en cations solubles et pauvres en anions. Du fait de la teneur élevée en calcaire total, ces sols sont basiques (Fortas, 1990; Tadja, 1996; Zitouni, 2007, 2010).

Au Maroc, les terfez sont récoltés en général sous climat semi-aride ou aride dans des sols sableux limoneux, arénacés et légers, à pH ≥ 7 (Khabar et al., 2011; Abourouh, 2011).

En Tunisie, les terfez préfèrent des sols sablonneux, faiblement limoneux, pauvres en sels et en matière organique avec un pH allant de 6.2 jusqu'à 7,25 (Slama et Neffati, 2004). Elles exigent des sols légèrement humides, bien aérés, avec des teneurs moyennes en potassium et en phosphore total, très pauvres ou même dépourvus de phosphore assimilable au moment de leur fructification (Slama et Neffati, 2004).

Les espèces de terfez d’Europe affectionnent généralement des sols sablonneux, légers relativement pauvres en matière organique; elles sont adaptées aux différents types des sols (alcalins ou acides) (Fortas et Chevalier, 1992 a; Kiraly et Bratek, 1992; Taylor et al., 1995; Kagan-Zur et al., 1995; Kagan-Zur, 1998; Diez et al., 2002; Mandeel et Al-Laith, 2007; Khabar et Najim, 2004; Aibeche, 2008; Zitouni, 2010).

Les résultats des analyses physico-chimiques sur des échantillons de sol provenant de différentes parties de la province de Fars en Iran ont montré leur nature sableuse gypseuse et leur pH alcalin et leur pauvreté en matière organique. De plus, ils ont prouvé que le genre

Tirmania était le plus répandu sur les sols à haut contenu en CaCO3 et argileux que T. claveryi, P. lefebvrei et P. juniperi (Jamali et Banihashemi, 2012 a et b).

9 Généralités sur les terfez

Selon Hashem et Al-Obaid (1996), la teneur en éléments minéraux, le pH et l’humidité sont plus élevés dans l’entourage immédiat des terfez (subsurface) que sur la surface, par contre, la teneur en matière organique est faible en subsurface, ceci indique que la composition physico-chimique des sols de la surface et de la subsurface des terfez est significativement différente.

Vàzquez-Garcia et al (2002), ont étudié l’effet du pH sur le taux de croissance de plusieurs champignons ectomycorhiziens parmi lesquels Terfezia olbiensis, ce dernier a une meilleure croissance à pH= 8.

Le développement et la production des terfez sont étroitement liés à la quantité et la distribution saisonnière des pluies orageuses d’hiver et du printemps ainsi qu’à à la présence et la forte densité des plantes hôtes (Awameh et Alsheikh, 1980 a; Alsheikh et Trappe, 1983 a; Kagan-Zur, 1998; Fortas, 2004; Bradshaw, 2005; Bissati, 2009).

Les paramètres climatiques indispensables au développement des terfez dans les zones arides et semi-arides d’Algérie ont été étudiés par plusieurs chercheurs (Fortas, 1990; Bouchareb, 1994; Tadja, 1996; Fortas, 2004; Aibeche, 2008; Zitouni, 2010). Ces champignons exigent une pluviométrie bien distribuée de Septembre à avril permettant en hiver la germination des ascospores de terfez et le développement mycélien et au printemps la maturation des ascocarpes (Bouchareb, 1994; Feeney, 2003).

Une bonne répartition des précipitations d’Octobre à Mars donne une année de bonne production des terfez, par contre, si elle est très irrégulière et la pluviométrie est faibles ou nulle les années de production des terfez seront creuses (Fortas, 2004). De plus, le cycle biologique des terfez des régions steppiques et de leur plante hôte exige une certaine quantité de pluie (5 à 15mm) au mois de Mars suivie d’une période de sécheresse pour la maturation des ascocarpes et leur récolte en Avril (Tadja ,1996).

Au Maroc, les terfez de la forêt de Mamora nécessitent une pluviométrie annuelle supérieure à 240mm avant le mois de mars, tandis que d’autres espèces de Terfezia exigent 160 à 180mm pour leur développement (Khabar, 2002). Des précipitations excessives ou mal réparties peuvent pourrir les spores et perturber le cycle biologique des terfez (Khabar et al., 2001; Feeney, 2003).

En Iran, le développement des terfez est également lié aux facteurs environnementaux particulièrement la répartition des précipitations. Les pluies d’automne (Novembre et

10 Généralités sur les terfez

Décembre) sont plus importantes que celles du début du printemps pour la production des terfez (Mostowfizadeh-Ghalamfarsa et al, 2010).

D’ailleurs dans de nombreuses régions, les bédouins et les récolteurs des terfez, affirment que les coups de tonnerre sont capitaux pour la production des ascocarpes des terfez (Kagan- Zur, 2001; Feeney, 2003; Mandeel et Al-Laith, 2007; Kagan-Zur et Roth-Bejerano, 2008 b).

Selon Morte et al. (2008), les régions où les terfez se développent, les précipitations annuelles sont généralement comprises entre 50 et 380 mm et la production est bonne si la pluviométrie est de 70 à 120 mm au Maghreb et de 100 à 350 mm au sud de l’Europe.

Il semble que les températures jouent aussi un rôle important dans la production de ces champignons. Selon certains auteurs, les températures de 24 à 30°C sont convenables au développement des terfez (Bokhary, 1987; Hussain et Al-Ruqaie, 1999) par contre, les froids prolongés ou les fortes chaleurs leur sont néfastes (Abourouh, 2011).

3.2. Plantes associées aux terfez

Les plantes herbacées ou arbustives de la famille des Cistacées annuelles ou vivaces sont les plantes hôtes des truffes du désert (Chevalier et al., 1984). Cette famille regroupe 8 genres et environ 180 espèces, de la zone tempérée et subtropicales de l’hémisphère nord, spécialement dans les climats méditerranéens (Guzman et Vargas, 2009).

Certaines espèces appartenant au genre Helianthemum sont fréquemment associées aux terfez (Fig. 1) (Awameh, 1981; Fortas et Chevalier, 1992 b; Honrubia et al., 1992; Khabar et al., 2001; Kovacs et al., 2002 et 2003; Roth-Bejerano et al., 2004; Morte et al., 2008; Mostowfizadeh-Ghalamfarsa et al., 2010; Slama et al., 2010; Sbissi et al., 2011; Jamali et Banihashemi, 2012). Elles sont des indices de repérage des sols à terfez; leurs ascocarpes à maturité soulèvent et craquèlent le sol sous-jacent (Fig. 2) (in Fortas, 1990).

a b c d

Fig. 1: Quelques espèces du genre Helianthemum. a) Helianthemum almeriense; b) H .canariense; c) H.violaceum; d) H.hirtum. (Morte, 2009).

11 Généralités sur les terfez

Fig. 2: Craquèlement du sol sableux indiquant la présence des ascocarpes de terfez (Loizides et al., 2011).

En Algérie, les terfez se trouvent le plus souvent à proximité des hélianthèmes annuels ou pérennes comme H. guttatum, H. lippii, H. aegyptiacum et H. salicifolium, H. hirtum, (Fortas, 1990 ; Fortas et Chevalier, 1992b; Bradai, 2006; Bissati, 2006; Bissati et Bradai, 2009; Aïbeche, 2008; Zitouni, 2010).

Certaines espèces de terfez ont été récoltées sous d’autres cistacées tels que Xolantha guttata et Fumana hispidula décrite pour la première fois (Sànchez-Gomez et al., 2011), Cistus albidus, C. ladaniferus, C. monspeliensis, C. salvifolius, C. populifolius et C. incanus (Kagan-Zur et al., 1995; Díez et al., 2002; Comandini et al., 2006; Zaretsky et al., 2006). D’autres par contre, se développent sous des espèces végétales appartenant à diverses familles de plantes herbacées ou arbustives comme Artemisia herba, Plantago albicans (Malençon, 1973), Stipagrostis sp. (Kiraly et Bratek, 1992), Citrullus lanatus, C. vulgaris (Kagan-Zur et al., 1999; Kagan-Zur et Roth Bejerano, 2006), Cynodon dactylon (Kagan-Zur et al., 1995), Kobresia bellardii (Cyperaceae) (Ammarellou et al., 2007; Ammarellou et Saremi, 2008), Rhanterium suaveolens (Slama et al., 2004 ; 2006), Carex sp. (Ammarellou et al., 2006; Mostowfizadeh-Ghalamfarsa et al., 2010; Jamali et Banihashemi, 2012).

Diverses terfez se rencontrent également sous des arbres comme Pinus en France (Janex- Favre et al., 1988), Pinus pinaster var. atlantica au Maroc (Khabar et al., 2001), des espèces d’ Acacia en Afrique du Sud (Kagan-Zur et al., 1995; Taylor et al., 1995; Kagan-Zur et Roth- Bejerano, 2008), Robinia pseudoacacia en Hongrie (Bratek et al., 1996; Kovacs et al., 2002 et 2003), Quercus ilex en France (in Diez et al., 2002; Kovacs et al., 2011), Quercus pubescens en Grèce (avec Balsamia vulgaris) (Diamandis et al. , 2008)

Par ailleurs, divers travaux ont montré que les terfez peuvent former des mycorhizes chez de nombreuses espèces végétales tels que Terfezia leptoderma avec Geranium et Cerastium sp. (Castellano et Turkoglu, 2012), certaines espèces de Terfezia et Tirmania d’Algérie avec 12 Généralités sur les terfez des céréales (orge, blé, maïs, pin d’Alep) (Belkheir, 1991; Tadja, 1996; in Fakiri et Seddiki, 2003).

L’analyse des séquences ITS des mycorhizes a permis d’identifier sept plantes hôtes potentielles de Mattirolomyces terfezioides: Celtis occidentalis, Crataegus monogyna, Ligustrum vulgare L, Robinia pseudoacacia, Muscari racemosum (L.) Mill., Salvia glutinosa L. et Viola cyanea (Kovacs et al., 2007).

4. Cycle biologique des terfez

Les principaux stades de vie des terfez sont encore mal connus, certaines étapes du cycle demeurent hypothétiques (Fig. 3).

Le cycle de vie des terfez se déroule entièrement dans le sol et dépend d’une plante hôte avec laquelle ce champignon forme une association mycorhizienne (Fortas, 1990). A maturité, les ascocarpes exposés au soleil se dessèchent et se fissurent, les ascospores sont ensuite disséminées par le vent des sables et par certains animaux mycophages sur d’autres sites où se trouvent leur plante hôte. Lorsque les conditions climatiques sont favorables, les ascospores germent et donnent naissance à un mycélium qui s’associe avec leur plante hôte pour former des mycorhizes (Fortas et Chevalier, 1992a et b et 2011).

Selon certains auteurs (Kagan-Zur, 2008; Kagan-Zur et Roth-Bejerano, 2008a), le cycle de vie des terfez comporte les étapes suivantes qui restent encore hypothétiques (Fig. 4): Les ascospores germent et donnent naissance au mycélium homocaryotique primaire qui croit dans le sol au voisinage des racines de la plante- hôte avec laquelle il s’associe et forme des mycorhizes. Ou bien le mycélium primaire pourrait après plasmogamie produire un mycélium secondaire avant de s’associer avec la plante hôte. Les mycorhizes formées chez la plante hôte vont émettre à leur tour des mycéliums dicaryotiques qui s’enchevêtrent pour produire des primordiums, ces derniers évoluent pour donner à maturité des ascomes de terfez. A la fin du cycle, et en été les ascomes se décomposent et les ascospores libérées peuvent germer à l’automne (Kagan-Zur, 2008; Roth- Bejerano et al., 2004).

5. La période de récolte des terfez

En général, la récolte des terfez des genres Terfezia, Tirmania, Picoa a lieu au printemps de Mars à Avril. En Algérie, leur récolte a lieu de fin Février à Avril dans les zones semi-arides et de Décembre à Janvier, dans les zones arides (Fortas, 1990; Zitouni, 2010).

13 Généralités sur les terfez

Fig. 3: Schéma hypothétique du cycle de vie du genre Terfezia (Fortas, 1990 modifié par Aibeche, 2008).

Fig. 4: Schéma du cycle biologique hypothétique des truffes du désert (Kagan-Zur et al., 2008).

Les terfez du désert de Kalahari mûrissent d’Avril à Mai (Trappe 2008b), ceux des pays du Golfe apparaissent souvent après la saison des pluies entre Février et Mars ou entre Février et Avril (Bokhary et al., 1987; Al-Ruqaie, 2002).

La récolte des terfez est parfois précoce de Janvier jusqu’au début Juin lorsque les conditions climatiques de l’année sont favorables (in Khabar, 2002; Ammarellou et Saremi, 2008).

14 Généralités sur les terfez

En France, Terfezia leptoderma est récolté de Mars à Mai (Janex-Favre et al., 1988) et au Maroc, de Novembre à Décembre (Khabar et al., 2001).

La récolte de Mattirolomyces terfezioide débute en Juillet et s’achève en fin Octobre (Kovács et al., 2007).

6. Position taxonomique des terfez

Les terfez (genres Terfezia et Tirmania) sont des Ascomycètes hypogés (Discomycètes) anciennement classés dans la famille des Terfeziacées et l’ordre des Tubérales (Malençon, 1938; Trappe, 1971et; Korf, 1973) puis transférés dans l’ordre des Pézizales (Trappe, 1979; Donadini, 1983; Eriksson, 1999) et la famille des Pezizacées (Fig. 5).

Leur classification a été confirmée grâce aux techniques de Biologie moléculaire (PCR- RAPD PCR-RFLP) et l’étude phylogénétique (analyse des séquences ITS de l’ADNr, analyse des séquences 5,8S, 18S et 28S de l’ADNr) (Norman et Egger, 1999; Hansen et al., 2005; Ammarellou et al., 2007; Laessoe et Hansen, 2007; Kovacs et al., 2008; Kagan-Zur et Roth- Bejerano, 2008). De plus, Diez et al. (2002) ont affirmé l’origine monophylétique des deux genres Terfezia et Tirmania.

Ces études moléculaires ont également classé Terfezia gigantea dans la famille des Morchellacées et le genre Imaia (Kovacs et al., 2008) et remplacé Terfezia terfezioides par le genre Mattirolomyces (Norman et Egger, 1999; Percudani et al., 1999; Diez et al., 2002). De nouvelles espèces ont aussi été identifiées comme Mattirolomyces tiffanyae (Healy, 2003), Terfezia alsheikhii (Kovacs et al., 2011b) et Mattirolomyces mexicanus (Kovacs et al., 2011a). Deux autres truffes du désert de Kalahari Terfezia pfeilii et Choiromyces echinulatus appartiennent dorénavant aux genres Kalaharituber et Eremiomyces (Ferdman et al., 2005).

Diverses études moléculaires ont bouleversé la classification antérieure de ces champignons. Par exemple, le positionnement moléculaire de Leucangium carthusianum dans la lignée Morchellaceae-Discinaceae, proposé par Sbissi et al. (2010), corrobore des études morphologiques et écologiques antérieures et confirme l’exclusion de cet espèce du genre Picoa (O’Donnell et al., 1997) et l'adhésion des deux espèces Picoa juniperi et Picoa lefebvrei dans le genre Picoa, famille des Pyronematacées (Sbissi et al., 2010; Ammarellou et al., 2011).

15 Embranchement des Ascomycètes Classe des Euascomycètes

Sous- classe des Discomycètes

Ordre des Tubérales Ordre des Pézizales (Korf, 1973)

Ordre des Pézizales Ordre des Pézizales (Trappe, 1979) (Laessoe et Hansen, 2007)

Elaphomycetacea Tuberaceae Pezizaceae Balsamiaceae Pyronematacea Carbomycetaceae Pezizaceae Tuberaceae Pyronematacea Carbomycetaceae e e e Terfeziacea Geneaceae Terfeziaceae Helvellaceae Tuberaceae Geneaceae Helvellaceae Morchellaceae Glaziellaceae e

Elaphomyces Carbomyces Amylascus Balsamia Geopora Carbomyces Amylascus Choiromyces Genabea Delastria Mycoclelandia Barssia Hydnocystis Casia Dingleya Genea Mukagomyces Hydnotryopsis Picoa Labyrinthomyces Eremiomyces Labyrinthomyces Geopora Paradoxa Peziza Paurocotylis Hydnobolites Paradoxa Gilkeya Picoa Tirmania Petchiomyces Hydnotryopsis Reddelomyces Hydnocystis Terfezia Sphaerozone Kalaharituber Genea Tuber Paurocotylis Tirmania Stephensia Mattirolomyces Genabea Petchiomyces Mycoclelandia Choiromyces Gymnohydnotrya Picoa Barssia Pachyphloeus Genea Delastria Hydnotrya Sphaerosona Balsamia Peziza Fischerula Hydnocystis Hydnobolites Stephensia Caulocarpa Hydnotrya Ruhlandiella Leucangium Petchiomyces Pachyphloeus Choiromyces Dingleya Sphaerozone Terfezia Glaziella Elderia Fischerula Terfezia Fischerula Tirmania Lespiaultinia Pardoxa Labyrinthomyces Tuber Balsamia Carbomyces Hydnobolites Barssia Hydnotrya Helvella Pachyphloeus Phymatomyces Piersoonia Protogenea Fig. 5: Position taxonomique des genres Terfezia et Tirmania dans les classifications ancienne et récente des Pézizales (in Dib- Pseudobalsamia

1 Bellahouel, 2012). Stephensia 6 Tuber Généralités sur les terfez

Les résultats des analyses phylogénétiques de trois souches T. boudieri récoltées dans des voisinages étroits ont révélé la présence de trois types de séquences ITS différentes (Ferdman et al., 2009 et Kagan-Zur et al., 2009). Trois génotypes de T. boudieri de Tunisie ont aussi pu être identifiés par Sbissi et al. (2011).

L’analyse des séquences ITS des ascomes de Terfezia pfeilii (syn Kalaharituber pfeilii) récoltés dans le même endroit, montre l’existence d’une variabilité intraspécifique révélée par la présence de deux types de profils RFLP (Kagan-Zur et al., 1999). De même, plusieurs espèces de Terfezia n’ayant aucune différence anatomique évidente et considérées comme étant Terfezia olbiensis présentent au niveau génomique une grande variation des séquences ITS de l’ADNnr (Kovàcs et al., 2011b).

Ainsi, la taxonomie des Pézizales est significativement influencée par les techniques de Biologie moléculaire mais plusieurs familles de cet ordre sont toujours identifiées par les caractères morphologiques (in Percudani et al., 1999).

7. Description des deux espèces de terfez étudiées

Leurs fructifications appelées ascocarpes ou ascomes sont hypogées. Elles sont constituées d’une glèbe (gléba ou chair) contenant des asques (petits sacs) qui renferment plusieurs ascospores. L’ascome est recouvert par le péridium (enveloppe rigide).

Les ascomes sont de forme arrondie ou irrégulière selon la dureté du sol, et de couleur qui varie du blanc jaune au brun foncé jusqu’à noire (Trappe et al., 2008). Leur poids est de 30 à 700g et peut atteindre plus qu’1Kg pour Tirmania nivea (Hussain et Al-Ruqaie, 1999; Kagan- Zur et Roth-Bejerano, 2008) tandis que leur diamètre atteint 2 à10 cm ou plus (Trappe et al., 2008).

La glèbe est spongieuse à solide, blanche ou colorée et présente des îlots fertiles arrondis en forme de nodules séparés par des veines stériles plus pâles dessinant un réseau (Janex- Favre et al., 1988).

La réaction avec le réactif de Melzer différencie le genre Terfezia du genre Tirmania. La réaction positive chez ce dernier met en évidence la présence d’amidon dans les parois des asques qui se colorent en bleu (Trappe, 1979).

Les deux espèces étudiées Tirmania pinoyi et Terfezia leptoderma se différencient par la morphologie de leurs ascomes (Fig. 6) et par l’ornementation de leurs ascospores.

17 Généralités sur les terfez

Le tableau (4) ci-dessous regroupe les caractéristiques macro- et microscopiques de deux espèces étudiées Tirmania pinoyi et Terfezia leptoderma.

a b

Fig. 6: Morphologie des ascomes de Tirmania pinoyi (a) (Dib-Bellahouel et Fortas, 2011) et Terfezia leptoderma (b) (Castellano et Turkoglu, 2012).

Tableau 4: Principales caractéristiques de Tirmania pinoyi et Terfezia leptoderma (Alsheikh et Trappe,1983 a; Janex-Favre et al.,1988; Fortas,1990; Diez et al.,2002; Morte et al., 2009; Castellano et Turkoglu, 2012).

Terfezia Espèce fongique Tirmania pinoyi leptoderma (Maire) Malençon Tulasne Caractéristiques Subglobuleux lobé Globuleux ou Forme ovale Blanche Jaunâtre à marron Olivacée, Couleur de la gléba avec l’âge verdâtre 1.5 mm Très mince Ascome Epaisseur du péridium Clair (blanc au jaune clair Pâle blanc rosé Couleur du péridium marron) Diamètre 4-9 x 3-7 cm 2-9 cm Poids ≤ 1Kg Ellipsoïde à piriforme Globuleux ou Forme subglobuleux 51-110 × 38-63 µm 48-70 µm Asque Taille moyenne Nombre d’ascospores 4 à 8 5 à 8 Réaction au Melzer Amyloïde (couleur bleue) Non amyloïde Forme Sphérique, hyaline Sphérique Ascospore Diamètre de 15 à 20 µm de 20 à 27 µm, Type d’ornementation Sub-lisse (minuscules verrues) Longues épines.

Blanchâtre puis Couleur Gléba Blanche jaunâtre devient gris verdâtre

18 Généralités sur les terfez

8. Composition chimique et profil nutritionnel des terfez

Les truffes de désert sont comestibles depuis trois milles ans (Chang et Hayes, 1978) mais contrairement aux truffes d’Europe elles ont très peu de goût et de saveur. Leur composition chimique (richesse en protéines, acides aminés, fibre, minéraux et vitamines) a fait l’objet de nombreuses études (Tableaux 5 et 6) (Ackerman et al., 1975; Al-Delaimy 1977; Ahmed et al., 1981; Sawaya et al., 1985; Bokhary et al., 1987, 1989; Bokhary et Parvez 1993; Hashem et Al-Obaid, 1996; Al-Naama et al., 1988 in Hussain et Al-Ruqaie , 1999; Callot, 1999; in Hussain et Al-Ruqaie, 1999; Hifnawy et al., 2001; Murcie et al., 2003). Ils contiennent environ 20% de protéines (poids sec), teneur significativement plus importante que celle des légumes et autres champignons comestibles. 250g de truffe de désert représentent pour l’Homme 23-27% de sa prise quotidienne de protéines et 16-22% de fibres (Morte et al., 2008). 85% de ces protéines seraient très digestibles (Kagan-Zur et Roth- Bejerano, 2008).

Selon Sawaya et al. (1985), des acides aminés essentiels indispensables à l’Homme (méthionine, cystine, leucine, tryptophane et lysine) sont présents dans trois truffes du désert (Gibaah, Kholeissi et Zubaidi). D’autres acides aminés (acide glutamique, aspartique, thréonine, leucine, phénylalanine, isoleucine, valine, sérine, alanine, arginine, proline et histidine, ect…) sont également présents chez les terfez (Bokhary et al., 1987; in Hussain et Al-Ruqaie, 1999; Dabbour et Takruri, 2002b; Dundar et al., 2012).

Hifnawy et al. (2001) ont également montré que Tirmania nivea et Terfezia claveryi d’Egypte contiennent neuf acides aminés essentiels et huit non essentiels, avec l’acide glutamique (majeur) et la cystine (mineur).

Divers acides gras essentiels, saturés et insaturés ont été décelés chez les terfez: les acides linoléique, oléique, palmitique et arachidique (Ackerman et al., 1975; Bokhary et Parvez, 1993; 1995; Hifnawy et al., 2001; Khabar, 2002; Murcia et al., 2003; Al-Saadi et al., 2005; Morte et al., 2008; in Al-Alawi, 2009; Dundar et al., 2012). Chez les Terfezia, le brassicastérol représente plus de 85% des stérols totaux selon Khabar (2002) et environ 98% selon Weete et al (1985), l'ergostérol est en très faible quantité pour ces derniers auteurs.

De nombreux hydrates de carbone sont également présents chez les terfez (glycérol, glucose, fructose, mannitol, inositol et tréhalose (Bokhary et al., 1987; Bokhary et Parvez, 1995). l’acide galacturonique, l’arabinose (Hifnawy et al., 2001).

19 Généralités sur les terfez

Les ascocarpes de Terfezia boudieri tunisiens contiennent (% de matière sèche) des sucres totaux (15.4%), des sucres solubles (2.02%), des protéines (10.5%), du K, P, Mg et des teneurs en Fe Na, Ca plus élevées que celles de Tuber melanosporum et T. magnatum (in Slama et al., 2010).

De plus, les terfez semblent être une bonne source des vitamines C, B et β-carotène

(Ackerman et al., 1975; in Ali, 2006), A, D3 et une quantité importante de vitamine E (Hifnawy et al., 2001).

Les truffes de sable sont pauvres en calories et en graisses, ce sont des aliments sains; aucun composé toxique n'a été détecté (Ahmed et al., 1981).

Des composés volatils ont également été décrits et identifiés chez les terfez tels que Tirmania nivea du sud de l’Egypte (Omer et al., 1994), Tirmania pinoyi et Terfezia boudieri d’Algérie (Chellal, 1995; Chellal et Lukasova, 1995).

9. Autres propriétés des terfez

9.1. Propriétés thérapeutiques des terfez

Ils sont utilisées en médecine traditionnelle depuis des millénaires (Al-Rahmah, 2001), leurs extraits étaient utilisés par les bédouins arabes comme remède contre les infections oculaires et cutanées (Abu-Rabia, 1983; Bokhary et al., 1987). L’extrait aqueux de Terfezia claveryi testé sur des patients atteints de trachome (infection par Chlamydia trachomatis) a montré que la durée de son efficacité est plus longue que celle des antibiotiques standards (Al-Marzooky, 1981).

Les résultats des analyses du sang prélevé sur des souris alimentées par les truffes de désert ont décelé une augmentation du glucose, de l'enzyme phosphatase basique et du triglycéride et des niveaux normaux du cholestérol total. Des différences significatives du poids des reins et des foies de ces souris ont été constatées par rapport aux témoins (Al-Alawi, 2009). Ce même auteur suggère que la consommation élevée des terfez est déconseillée aux personnes diabétiques et à celles souffrant de maladies hépatiques et rénales. Hinfawy et al. (2001) ont constaté une vasodilatation des vaisseaux sanguins des organes génitaux chez des rats traités aux extraits des truffes de désert et une augmentation remarquable de la taille de leurs testicules. Selon ces mêmes auteurs, ces résultats pourraient expliquer l’effet aphrodisiaque des terfez.

20 Généralités sur les terfez

Tableau 5: Composition chimique des ascomes de quelques espèces de terfez.

En % de matière En % de matière sèche Auteurs fraîche pays Genres Protéines Lipides et Humidité carbohydrates Cendres totales bruts Fibres Espèces brutes

Al-Naama et al., 1988 (in Hussain Iraq / 10,49% / 24,87% / 5,60% Tirmania et Al-Ruqaie, pinoyi 1999) Algérie 73,3g 20,3% 3% 72,5% 11,2% 3,8% Chellal, 1995

Arabie 27,18± 7,42± 13,02± 5,4± Sawaya et al., 75,27% / Saoudite 0,04% 0,03% 0,02% 0,08% 1985 Tirmania Arabie nivea 75% 16,45% 2,44% 40% 31,28% 9,83% Al-alawi, 2009 Saoudite in Wang et Iraq / 13,84% / 21,53% / 4,9% Marcone, 2011 Ahmed et al., Lybie 77,70% 18,19% 6,4% 59,73% 3,80% 12,88% 1981; Al-Saadi et al., 2005

Terfezia Tunisie / 10,5% / 15,4% / / Slama et al., 2009 boudieri 90,69 ± 31,83± 2,2 ± 8,33 ± 7,7± Agaoglu et al., Turquie / 0,51% 0,42% 0,06% 0,07% 0,1% 1992 Turquie Gucin et Dulger, 77,70% 17,19% 6,40% 59,73% 3,80% 12,88% 1997 Arabie / 19,6% 2,8% / 7,0% 5,4% Sawaya et al., Saoudite 1985 Arabie 75,44% 24,96% 4,20% / 7,02% 6,39% in Hussain et Al- Saoudite Ruqaie, 1999 Arabie in Hussain et Al- 78,89% 19,59% 2,81% / 7,85% 4,64% Saoudite Ruqaie, 1999

Bokhary et Parvez, Arabie Terfezia / 16% 2% 28,7% 4% 4% 1993; Bokhary et Saoudite claveryi Sarwat, 2002

in Wang et Iraq / 8,02% / 16,66% / 5,9% Marcone, 2011

Dabbour et Jordanie / 11% 11.8% / 10% 8.20% Takruri, 2002 a et b

730.9 159.5 69.5 83.2 42.5 Espagne 645.5 g/kg Murcia et al., 2003 g/kg g/kg g/kg g/kg g/kg

Picoa 637,8 225,4 199,4 130,4 82,1 Espagne 366,6 g/kg Murcia et al., 2003 juniperi g/kg g/kg g/kg g/kg g/kg

Picoa Arabie 61,5± 23,2± 1,3 ± 2,6 ± 4,2± Bokhary et Parvez, 18,3± 0,1% lefebvrei Saoudite 1,4% 1,5% 0,1% 0,1% 0,1% 1995

21 Généralités sur les terfez

Tableau 6: La composition minérale de quelques espèces de terfez.

mg par 100g de matières sèches Auteurs

Genres Pays et Ca K P Mg Na Fe Cu Mn Cd Pb Zn Espèces

Hashem 15,611 8,531 16,311 1,287 1,431 0,187 0,076 0,092 1,092 Arabie 17,231 et Al- ± / ± ± ± ± ± ± ± ± Saoudite ± 0,32 Obaid, 0,306 0,187 0,396 0,069 0,081 0,019 0,006 0,006 0,088 1996 Hussain et Arabie 129 1730 756 104 199 10.68 1.69 0.48 / / 5.10 Al- Saoudite Terfezia Ruqaie, claveryi 1999 Sawaya Arabie et al., 67 1408 506 82 189 4,81 2,3 0,41 / / 4,33 Saoudite 1985

Hifnawy Egypte 381,77 745,12 168,49 48,69 1,178 7,64 3,53 0,607 / / 4,452 et al., 2001 Hashem Picoa Arabie 145,83 71,1 143,32 14,93 10,93 0,33 0,81 9,33 191,91 / 1,01 ± et Al- lefebvrei Saoudite ± ± ± ± ± ± ± ± ± 3,16 0,09 Obaid, 3,11 2,07 3,17 0,84 0,98 0,01 0,08 0,81 1996 Arabie 62 734 644 101 110 4.35 11.54 0.49 5.04 Sawaya Saoudite et al., 1985. 750,18 11,5 2,66 Arabie 135,81 2,23 ± 0,73 ± ± / / ± / / / ± Al- Tirmania Saoudite ± 0,92 0,2162 0,0175 alawi, nivea 1,925 0,35 0,06 2009 Hifnawy Egypte 280,614 1368,7 255,87 44,40 0,992 5,629 2,81 0,345 / / 4,031 et al., 2001 Chellal, Algérie 104.5 1524.7 753.8 64.3 13.3 6.3 0.7 0.5 / / 3 Tirmania 1995 pinoyi

Turquie Gucin et Terfezia 68 996 29 17 8,3 2,2 13 Dulger, boudieri 1997

22 Généralités sur les terfez

D’autres études ont montré que les extraits aqueux et méthanolique de Terfezia claveryi possèdent une propriété hépatoprotectrice très puissante (Janakat et Nassar, 2010). Enfin, différents travaux ont montré que les truffes du désert contiennent une multitude de composés thérapeutiques: des anti-inflammatoires, des immunostimulants, des antimutagènes et des anticancérigènes (Hannan et al., 1989; in Al-Laith, 2010). 9.2. Activités enzymatiques des terfez Terfezia et Tirmania contiennent l’enzyme impliquée dans le cycle de l’ornithine permettant l’accumulation de l’urée et augmente la pression osmotique qui faciliterait la libération des ascospores des terfez (Ewaze et Al-Naama, 1989). Chez Terfezia claveryi, la polyphénol oxydase (PPO) enzyme latente intervient dans la défense contre les pathogènes (Pèrez-Gilabert et al., 2001 a) et la tyrosinase à activité monophénolasique dans la synthèse de la mélanine des ascocarpes (Pèrez-Gilaberts et al., 2001 b), la lutte contre les champignons pathogènes et la protection des parois sporales (Pèrez-Gilabert et al., 2004). La lipoxygénase à propriétés kinétiques (Pèrez-Gilabert et al., 2005b), l’estérase (Pèrez-Gilabert et al., 2005a) et la phosphatase alcaline (Navarro-Rodenas et al., 2009) interviennent dans le métabolisme lipidique qui est un facteur limitant de la conservation des ascomes de cette espèce de terfez. Divers travaux ont montré que les terfez possèdent des propriétés antioxydantes (Murcia et al., 2002; Ali, 2006; Al-Laith, 2010) qui peuvent empêcher l’oxydation des lipides. Les activités antioxydante /antiradicaux décelées chez T. nivea originaire de plusieurs pays du Moyen-Orient (Al-Laith, 2010) seraient liées car l’oxydation des lipides entraîne la formation des radicaux libres qui interagissent avec les vitamines en particulier la vitamine E et réduisent la valeur nutritionnelle des terfez (Pèrez-Gilabert et al., 2005 c). Des effets antioxydants et chélateurs totaux élevés sur l'activité ionique ferreuse ont été montrés chez Terfezia boudieri (Dundar et al. ,2012).

Selon Murcia et al. (2002), cette propriété antioxydante (décelée chez T. claveryi et Picoa lefebvrei) pourrait être exploitée en industrie alimentaire dans la conservation des aliments puisqu’elle se maintient même après les traitements industriels (refroidissement, mise en boîte de conserve). Des quantités élevées de certains éléments radioactifs tels que 40K, 226Ra et 137Cs ont été décelés dans les truffes du désert au Moyen-Orient (Koweit, Iran, Egypte) par rapport à celles de Tunisie (Al-Azmi et al., 1999). Selon certains auteurs, les champignons comestibles sont considérés comme des bioindicateurs de la radioactivité dans le sol et peuvent donc servir

23 Généralités sur les terfez d’outils pour comparer le niveau de radioactivité dans diverses localités (Al-Azmi et al., 1999; Baeza et al., 2004). 9.3. Activités antimicrobiennes des terfez De nombreux travaux ont mis en évidence les activités antimicrobiennes des extraits d’ascomes de terfez et la nature des substances bioactives (Tableau 7).

Mohamed-Benkada (1999) a montré que la substance bioactive des extraits du mycélium isolé de Terfezia claveryi se rapprocherait des benzoquinones, elle serait de nature protéique dans les extraits d’ascocarpes selon Janakat et al. (2004, 2005).

Les travaux de Neggaz (2010) ont révélé la présence de caryophyllène et ceux de Dib- Bellahouel et Fortas (2011) de pyrazines dans les extraits d’ascomes de Tirmania pinoyi.

Tableau 7: Les propriétés antimicrobiennes de quelques espèces de terfez.

Extraits du terfez Espèces microbiennes inhibées Auteurs Extraits à Terfezia Staphylococcus aureus est faiblement inhibée l’acétate d’amyle de Rougieux, 1963 boudieri Chlamydia trachomatis (responsable du trachome) est Al-Marzooky, Extrait aqueux de Terfezia claveryi fortement inhibée 1981 Activité antibactérienne sur: Bacillus subtilis H17, Bacillus subtilis M45, Extraits issus de gléba de Terfezia Staphylococcus aureus, Staphylococcus non pathogène, Chellal et boudieri et de Tirmania pinoyi Streptococcus pyogenes et Pseudomonas aeruginosa Lukasova, 1995 Activité antifongique sur: Kluyveromyces fragilis Activité antibactérienne sur: Streptococcus hemolyticus, Salmonella typhi, Escherichia coli, Pseudomonas aeruginosa, Pseudomonas fluorescens, Proteus mirabilis, Klebsiella Extrait du filtrat de culture de Tirmania. sp, Staphylococcus aureus. Dennouni, 1996 nivea Extrait issu de gléba de T. nivea et Activité antifongique sur: T. pinoyi Candida albicans et Rhodotorula mucilaginosa Le pouvoir antagoniste de T. nivea sur 03 espèces phytopathogènes (Sclerotinia sclerotiorum, Phytophtora et Phoma) Extrait à l’acétate d’éthyle du mycélium Activité antibactérienne sur: de Terfezia claveryi Pseudomonas aeruginosa ATCC 27853, Staphylococcus aureus ATCC 25923, Escherichia coli ATCC 25922, Streptococcus ATCC 29212, Salmonella typhi Activité antifongique sur: Candida albicans, Fusarium oxysporum f. sp. lycopersici, Fusarium oxysporum f. sp. albedinis, Fusarium oxysporum f. sp. lentii, Phytophtora sp Mohamed- Benkada, 1999 Extrait à l’acétate d’éthyle du filtrat de Propriété antimicrobienne sur: culture Terfezia claveryi Pseudomonas fluorescens, Staphylococcus aureus, Escherichia coli, Salmonella typhi, Candida albicans, Fusarium oxysporum f. sp. lycopersici, Fusarium oxysporum f. sp. albedinis, Fusarium oxysporum f. sp. lentii, Phytophtora sp. Extrait à l’acétate d’éthyle de gléba Activité antibactérienne sur: fraîche de Terfezia claveryi Salmonella typhiv et Staphylococcus aureus

24 Généralités sur les terfez

Le pouvoir antagoniste de Terfezia vis-à-vis des champignons phytopathogènes: claveryi Fusarium oxysporum f. sp. lycopersici, Fusarium Mohamed- oxysporum f. sp. albedinis, Fusarium oxysporum f. sp. Benkada, 1999 lentii, Phytophtora sp. Activité antibactérienne sur: Janakat et al., Extrait aqueux de Terfezia claveryi Staphylococcus aureus 2004 ; 2005 Activité antibactérienne sur: Staphylococcus aureus, Streptococcus pyrogens ATCC14289, Clostridium perfringens ATCC13124, Escherichia coli 0157:H7, Salmonella typhimurium, Salmonella enteritidis, Shigella sonnie ATCC29930, Extrait à l’éthanol, méthanol, eau ou Listeria monocytogens, Bacillus subtilis, Bacillus acétate d’éthyle des ascomes de Terfezia cereus Ali, 2006 sp. et de Tirmania sp. Et sur des bactéries non pathogènes: 05 espèces de Lactobacillus et 03 espèces Bifidiobacterium Et sur une espèce levuriforme: Saccharomyces cerevisiae Activité antibactérienne sur: Enterococcus faecalis ATCC6538, Escherichia coli ATCC25922, Staphylococcus aureus ATCC6538, Pseudomonas aeruginosa ATCC14028, Bacillus Neggaz, 2010 ; subtilis ATCC6633 Extrait à l’acétate d’éthyle des ascomes Neggaz et de Tirmania pinoyi Fortas, 2013 Activité antifongique sur Candida albicans ATCC10231, Rhodotorulla sp. et Saccharomyces oviformis

Activité antibactérienne sur: Staphylococcus aureus ATCC6538, Bacillus subtilis Dib-Bellahouel Extrait d'acétate éthylique et Extrait ATCC6633, Staphylococcus aureus ROXA97009108, et Fortas, 2011 brut de des ascocarpes Tirmania pinoyi Salmonella typhimurium Dib-Bellahouel, Activité antifongique sur: 2012 Candida albicans ATCC10231, Rhodotorulla rubra

Activité antibactérienne sur: Bacillus cereus ATCC11778, Staphylococcus aereus ATCC29213, Escherichia coli ATCC25922, E. coli Extrait brut des ascocarpes de Terfezia ATCC35218, Pseudomonas aeruginosa ATCC27853, Bekçi et al., claveryi Salmonella enteritidis ATCC13076 2011 Activité antifongique sur: Candida glabrata RSKK 04019, Candida albicans ATCC90028 Activité antibactérienne sur: Extrait aqueux de Terfezia claveryi et Pseudomonas aeruginosa, Staphylococcus aureus Gouzi et al., Tirmania nivea 2011

25 Chapitre II Notions sur les mycorhizes Notions sur les mycorhizes

1. Description de la symbiose mycorhizienne

La mycorhize (du grec mukês, champignon et rhiza, racine) est l’organe concrétisant l’association entre un champignon (mycobiote) tellurique et les racines d’une plante hôte (phytobiote) (Frank, 1885; Brundrett, 2004). C’est une symbiose mutualiste où les deux partenaires tirent un bénéfice, les hyphes extramatriciels absorbent des éléments minéraux de la rhizosphère du sol et améliorent ainsi la nutrition des partenaires végétaux. En retour, le végétal fournit le carbone nécessaire, sous forme de sucres issus de la photosynthèse, à son partenaire fongique hétérotrophe (Malloch et al., 1980; Marschner et Dell, 1994; Smith et Read, 2008).

2. Les différents types de mycorhizes

Trois composantes sont essentielles dans les mycorhizes: la racine et deux systèmes mycéliens associés, l’un occupant la racine et l’autre le sol. D’après Brundrett (2002 et 2009), 86% des plantes terrestres acquièrent leurs éléments minéraux via la symbiose mycorhizienne et quatre types d’associations sont distingués dans la biocénose. Smith et Read (1997) dénombrent sept grands types d’associations mycorhiziennes dont deux sont répandues, les mycorhizes arbusculaires et les ectomycorhizes (Fig. 7).

Elles sont classées sur la base de critères écologiques, morphologiques et physiologiques (Harley et Smith, 1983).

2.1. Les ectomycorhizes

Les ectomycorhizes sont établies entre des champignons basidiomycètes ou ascomycètes ou quelques zygomycètes et les racines fines d’espèces ligneuses (Castellano et Bougher, 1994; Barker et al., 1998). Il y a 5000 et 6000 espèces fongiques (in Futai et al., 2008; Rinaldi et al., 2008; Brundrett, 2009) dont certains forment des carpophores comestibles (Bolets, lactaires, truffes, terfez, amanites) (Durrieu, 1993) tandis que d’autres sont toxiques (Amanita phalloïdes) (Duhoux et Nichole, 2004).

Les ectomycorhizes se rencontrent pratiquement des 30 familles d’espèces ligneuses végétales (Fagacées, Bétulacées, Salicacées, Pinacées, Dipterocarpacées) qui ne représentent pas plus de 3% des taxa végétaux mais elles constituent l’essentiel des forêts des régions tempérées, montagneuses, boréales et de certaines forêts tropicales (Harley et Smith, 1983). Dans les forêts tempérées et boréales, 95% des racines courtes forment des ectomycorhizes (Smith et Read, 1997 et 2008).

26 Notions sur les mycorhizes

Lors de la formation des ectomycorhizes, les hyphes du champignon s’associent avec des racines latérales à croissance réduite (Fig. 8), ils s’agglomérent autour de la racine pour former un manchon mycélien ou manteau fongique (Fig. 11 a et b). Les hyphes pénètrent entre les cellules corticales, sans jamais traverser leur paroi pour former le réseau de Hartig (Fig. 10), lieu d’échanges entre les deux partenaires (Peterson et Bonfante, 1994).

Fig. 7: Les différents types mycorhiziens actuels représentés sur une coupe transversale de racine (Halle et al., 2008).

Les ectomycorhizes peuvent être simples, dichotomes (Fig. 9), coralloïdes, pyramidales ou nodulaires (Smith et Read, 2008). Un réseau mycélien extramatriciel (hyphes individuels, des cordons mycéliens, des rhizomorphes =hyphes organisés en canaux) pouvant se développer à partir du manteau fongique s’étendre sur des distances dans le sol (Björkman, 1949).

27 Notions sur les mycorhizes

Fig. 8: Représentation Fig. 9: Ectomycorhize de Fig. 10: Vue au microscope photonique schématique en trois dimensions Hebeloma cylindrosporum d’une section d’une racine de Tilia platyphyllos mycorhizée par Tuber de la structure interne d’une dichotome et coralloïdes sur ectomycorhize (Anonyme 1). Pinus pinaster (Karabaghli et brumale. Réseau de Hartig (Rh); al., 1997). Manteau (Mn) (Zeppa et al., 2005)

Fig. 11: Aspect de la surface du manteau formé par Tuber melanosporum (a) et Tuber brumale (b) (Hall et al., 2008).

2.2. Les endomycorhizes

Les endomycorhizes sont les plus répandues et présents chez 90 % de taxons végétaux, sous tous les climats, dans tous les écosystèmes, et ce, indépendamment du type de sol, de la végétation ou des conditions environnementales (Dalpé, 1997).

Les hyphes extramatriciels du champignon ne forment pas de manteau autour de la racine, ils progressent dans le cortex racinaire au niveau des méats et entre les cellules et forment dans les cellules corticales des arbuscules (rôle dans les échanges avec les cellules racinaires) (Fig. 12) et les vésicules (rôle de stockage) intra ou intercellulaires (Fig. 13).

28 Notions sur les mycorhizes

2.2.1. Endomycorhizes arbusculaires (MA)

Les MA sont présentes chez ≈ 80% des plantes (Fortin et al., 2008), parmi lesquelles essentiellement des plantes herbacées mais aussi quelques espèces ligneuses appartenant aux Angiospermes (Acer, Populus, Alnus, Fraxinus) ou aux Gymnospermes (Cupressus, Sequoia, Podocarpus) (Allen et al., 2003). Les champignons formant les MA sont des Zygomycètes (ordre des Glomales); ils regroupent 200 espèces appartenant à six genres (Barker et al., 1998).

Les MA sont connues depuis 353 à 462 millions d’années (Simon et al., 1993) et elle auraient un rôle important lors de la colonisation de terres émergées par les plantes vasculaires (Selosse, 2000 in Pereda Campos, 2008).

Deux types de mycorhizes ecto- et des endomycorhizes se rencontrent chez des espèces ligneuses appartenant aux Salicacées, Bétulacées, Juglandacées, Myrtacées, Césalpinioïdées.

Fig. 12: Arbuscule mature formé dans une racine Fig. 13: Observation microscopique des de poireau (Allium porrum). L’arbuscule est vésicules dans les racines de Typha sp. formé d’un tronc (T) et de nombreuses branches (X200) (Al-Achkar et Ali, 2007). ramifiées (flèches) (Brundrett et al., 1984).

2.2.2. Mycorhizes éricoïdes

Certains champignons ascomycètes forment avec les Ericales (Ericacées) ces mycorhizes. Les hyphes intracellulaires forment des pelotons dans les cellules corticales. Ils forment un mucilage au niveau de l’extrémité de la racine qui s’étend le long de la racine en s’amincissant et forme un manteau fin en surface de la racine (Smith et Read, 1997).

2.2.3. Mycorhizes orchidoïdes

Ce sont des mycorhizes à pelotons formées entre les Orchidacées et des champignons basidiomycètes. Durant toute la partie de leur cycle vital, ces plantes dépendent de la mycorhization pour obtenir des substrats carbonés (Smith et Read, 1997).

29 Notions sur les mycorhizes

2.3. Les ectendomycorhizes

C’est une structure intermédiaire entre celles des ectomycorhizes et des endomycorhizes. Elles possèdent un réseau mycélien intercellulaire et un manteau (peu épais) et des hyphes intracellulaires. Les champignons formant ce type de mycorhizes sont basidiomycètes (Smith et Read, 1997).

On différencie les mycorhizes arbutoïdes et les mycorhizes monotropoïdes.

2.3.1. Mycorhizes arbutoïdes

Elles possèdent des similarités de structure avec les ectomycorhizes: présence d’un manteau épais et un réseau de Hartig. Des complexes denses d’hyphes sont formés dans certaines cellules épidermiques (Smith et Read, 1997).

2.3.2. Mycorhizes monotropoïdes

Elles sont formées entre les Monotropacées (plantes non chlorophylliennes) et des basidiomycètes: présence d’un manteau compact composé de plusieurs couches et un réseau de Hartig qui est présent uniquement au niveau des cellules épidermiques (Smith et Read, 1997).

3. Les mycorhizes à terfez

Les truffes du désert forment une diversité morphologique des mycorhizes (Kagan- Zur et al., 2008 a et b).

Awameh et al. (1979 a) ont obtenu des endomycorhizes chez Helianthemum salicifolium, H. ledifolium associés en conditions gnotoxéniques avec 4 espèces de terfez du Koweït (T. boudieri, T. claveryi, T. pinoyi, T. nivea). Des endomycorhizes à pelotons ont été obtenu après 64 jours d’inoculation de ces hélianthèmes avec T. boudieri (Awameh, 1981). Alsheikh (1984) les a qualifiées de « mycorhizes hélianthémoïdes».

Des endomycorhizes terfezoïdes ont été obtenues par Ravolanirina (1986) chez H. salicifolium et H. apenninum associés à T. boudieri, T. claveryi et T. pinoyi du Koweit, par Aïbeche (2008) entre H. ledifolium et T. boudieri et d’Algérie et par Zitouni (2010) entre H. ledifolium, H. lippii, Fumana procumbens et T. boudieri, T. claveryi, Picoa lefebvrei d’Algérie (Tableau 8). Ce type de mycorhizes a aussi été obtenu par Slama et al (2010) chez les plants d’H. sessiliflorum inoculés par T. boudieri en conditions gnotoxéniques et transplantées sur champ, et sur des plantes obtenues par inoculation directe sur champ.

30 Notions sur les mycorhizes

Alsheikh (1995, 1998) a repris les mêmes travaux d’Awameh et al. (1979 a) en inoculant avec les terfez des cistacées pérennes (H. Kahiricum, H. lippii, Cistus albidus, Fumana procumbens). Il a observé des hyphes intercellulaires et intracellulaires de terfez se développant au hasard et un manteau lâche chez F. procumbens. Il a suggéré que les terfez peuvent survivre durant les périodes défavorables en formant une association mycorhizienne avec certaines plantes pérennes.

Des études ultrastructurales des mycorhizes formées par H. salicifolium et T. claveryi et par H. salicifolium, C. albidus, C. salviaefolius et T. leptoderma ont révélé que T. claveryi forme des endomycorhizes avec H. salicifolium tandis que T. leptoderma des ectomycorhizes sans manteau (Dexheimer, 1985; Leduc et al., 1986).

Zitouni (2010) a aussi montré que les associations entre des Cistacées arbustives (Cistus albidus, C. incanus, C. salvifolius,), P. halepensis et des terfez d’Algérie ont conduit à la formation des ectomycorhizes sans manteau (Tableau 8). Ce type de mycorhizes a été aussi décrit dans les associations P. halepensis /T. pinoyi (Chafi et al., 2004) , P. halepensis et Q. ilex/ T. leptoderma (Dib-Bellahouel, 2012).

Khabar (2002) et Khabar et Najim (2004) ont obtenu, en conditions gnotoxéniques et axéniques, des ectomycorhizes avec un réseau de Hartig bien développé mais sans manteau, chez H. guttatum associé à T. arenaria, T. claveryi, T. leptoderma, T. pinoyi du Maroc T. leptoderma a formé en conditions axéniques un véritable manteau.

Les études ultrastructurales et cytochimiques effectuées par Fortas et Chevalier (1988, 1992 b) et Fortas (1990), en conditions axéniques et gnotoxéniques, entre H. guttatum et T. arenaria, T. claveryi et T. pinoyi d’Algérie ont montré que les espèces de terfez forment des ectomycorhizes sans manteau sur les substrats riches en phosphore, et des ectendomycorhizes sans manteau sur les substrats pauvres en phosphore, avec un réseau de Hartig et des sortes de pelotons. Selon ces mêmes auteurs, le caractère ecto- ou endomycorhizien des terfez peut être déterminé par les conditions de culture (Fig. 14).

Gutiérrez et al. (2003) ont aussi montré que T. claveryi, P. lefebvrei associé à H. almeriense forment trois types de mycorhizes selon les conditions de culture: des ectomycorhizes ainsi que des ectendomycorhizes sans manteau en culture en pot et des ectomycorhizes avec un manteau typique et un réseau de Hartig en culture in vitro.

Roth-Bejerano et al. (1990) ont obtenu in vitro sur milieu gélosé des ectomycorhizes sans manteau entre T. arenaria-H. lippii var sessiliflorum. Tandis que Figueroa et al. (2011) les a

31 Notions sur les mycorhizes obtenu, après quatre mois de culture avec des racines transformées de C. ladanifer et H. almeriense inoculées avec le mycélium de T. claveryi.

Morte et al. (1994; 2000) ont obtenu chez les plants H. almeriense micropropagés associé au mycélium de T. claveryi des ectendomycorhizes avec un manteau lâche discontinu, un réseau de Hartig et des enroulements intracellulaires. Navarro-Ródenas et al. (2011 et 2012) ont montré que P organique induit la formation d’ectendomycorhizes d’ H. almeriense / T. claveryi in vitro.

L’association entre des clones de racines transformées de C. incanus et T. boudieri et a abouti à la formation des ectomycorhizes dans la majorité des clones et deux types de mycorhizes (ecto - et endomycorhize) dans un clone associé à deux isolats de T. boudieri (Zaretsky et al., 2006). Selon ces auteurs, le caractère ecto- ou endomycorhizien semble être influencé par la teneur en phosphate et en auxines dans le milieu.

De nombreux travaux ont montré que T. terfezioides forme in vitro des endomycorhizes avec Robinia pseudoacacia (Bratek et al. ,1996), des ectendomycorhizes sans manteau avec Robinia pseudoacacia et H. ovatum sur des milieux à différentes concentrations en phosphore (Kovacs, 2002; Kovacs et al., 2002; 2003). Selon ces derniers auteurs, l’augmentation de la teneur en phosphore dans le milieu intensifie la colonisation des racines par le champignon.

Des endomycorhizes peuvent être former dans les associations entre espèces céréalières (blé, orge, maïs) /T. claveryi et T. nivea d’Algérie (Tadja, 1996), entre Citrullus vulgaris/ Kalaharituber pfeilii (Kagan-Zur et al., 1999).

Des ectomycorhizes naturelles sont observées entre Kobresia bellardii / T. boudieri (Ammarellou et al., 2007; Ammarellou et Saremi, 2008). T. claveryi, T. pinoyi, T. nivea, P. lefebvrei et P. juniperi d’Iran associés à H. ledifolium, H. salicifolium, H. lippi et Carex stenophylum forment aussi des ectomycorhizes sans manteau (Jamali et. Banihashemi, 2012).

32 Notions sur les mycorhizes

Fig. 14: Coupes semi-fines d’une racine d’H. guttatum mycorhizée par: (1) T. arenaria en milieu riche en phosphore (G x 800); (2) T. pinoyi en milieu pauvre en phosphore (Gx1270), (3) T. arenaria en milieu pauvre en phosphore (Gx1060), montrant le réseau de Hartig (RH) des hyphes intracellulaires (E), cylindre central (CC), cellules corticales (CH) (Fortas, 1990; Fortas et Chevalier, 1992b).

Tableau 8: Les types de mycorhizes obtenus, en conditions contrôlées dans l’association entre les terfez et diverses espèces végétales (Zitouni, 2010).

Association mycorhizienne Intensité de Type d’association Partenaire végétal Partenaire fongique mycorhization Sol de Stidia H. ledifolium endomycorhizes 80% F. procumbens endomycorhizes 98% T. leptoderma C. salvifolius ectomycorhizes 80% P. halepensis ectomycorhizes 84% C. albidus ectomycorhizes 86% T. boudieri P. halepensis ectomycorhizes 54% Sol de Benhamed C. incanus ectomycorhizes 64% T. claveryi H. lippii endomycorhizes 20% H. lippii P. lefebvrei endomycorhizes 74% Sol de Faraa F. procumbens P. lefebvrei endomycorhizes 96%

4. Les avantages de l’association mycorhizienne

L’association mycorhizienne est bénéfique pour les plantes puisqu’elle améliore plusieurs processus physiologiques chez les végétaux.

4.1. Bénéfices trophiques pour la plante

Les hyphes ramifiés des champignons mycorhiziens colonisent simultanément les racines et la portion du sol adjacente aux racines et ils se propagent sur plusieurs centimètres ce qui permet à la plante d’accéder à une plus grande quantité d’eau et de minéraux (phosphore, azote, zinc, cuivre …) nécessaires à sa nutrition (Harley et Smith, 1983). Le

33 Notions sur les mycorhizes rapport surface/masse élevé des hyphes leur permet de pénétrer des micro-sites qui sont inaccessibles aux racines des plantes (Smith et Gianinazzi-Pearson, 1988; Landeweert et al., 2001; Djigal, 2003).

4.1.1. Amélioration de la disponibilité du phosphate

La mycorhization améliore la nutrition minérale des plantes, en particulier phosphatée (Strullu, 1982; Mousain, 1984; Plassard, 1996; Nouaïm et Chaussod, 1996; George, 2000; Saito,2000; George et al., 1992 in Bohrer et al., 2003; Plenchette, 2005; Bucher, 2006). Cet effet bénéfique sur la nutrition P de la plante par le partenaire fongique s’explique par

- l’augmentation de la surface d’absorption et de volume de sol exploré par les racines mycorhizées qui est renforcée par le faible diamètre des hyphes qui peuvent ainsi coloniser des zones du sol inaccessibles aux racines des plantes (Smith et al., 2003). - la mobilisation supplémentaire des sources de P insolubles inaccessibles aux plantes grâce à l’excrétion de phosphatases, phosphodiesterases, acides organiques (Ström et al., 2005; Smith et Read, 2008). - une meilleure efficacité à absorber le Pi en solution du sol (Bolan, 1991; Smith et Read, 2008). - la capacité à stocker le P sous des formes facilement mobilisables (Marschner et Dell, 1994; Ezawa et al., 2002).

4.1.2. Amélioration de la disponibilité de l’azote

Les hyphes externes des champignons mycorhiziens absorbent l'ammonium (Tobar et al., 1994; Rains et Bledsoe 2007) et jouent un rôle direct dans la provision de NO3- pour les racines mycorhizées, particulièrement sous les conditions de sécheresse (Subramanian et Charest 1999). Ils sont capables d’absorber de l’azote organique ou inorganique, de réduire les nitrates et de modifier le métabolisme azoté de la plante-hôte. Cette propriété de réduction du nitrate est importante dans les sols, calcaires où l’azote minéral est prépondérant (Mousain, 1984).

4.1.3. Amélioration du statut hydrique et résistance à la sécheresse

Divers travaux ont montré la résistance des plantes mycorhizées à la sécheresse (Ruíz-Lozano et al., 1995; Duan et al.,1996; Morte et al., 2000 et 2010; Dell 'Amico et al., 2002; Jany, 2002) et aux stress biotiques et abiotiques car le champignon développent ses hyphes sur des kilomètres dans le sol et assimile ainsi l’eau dans toutes les particules du sol 34 Notions sur les mycorhizes non accessibles à la plante. Il est capable aussi de lancer un signal à la plante pour la fermeture très rapide des stomates (Fortin et al., 2002; Futai et al., 2008). Les augmentations de la conductivité et de la transpiration des plantes mycorhizées seraient liées à des concentrations élevées en P (Nelsen et Safir 1982; Duan et al., 1996).

4.1.4. Autres éléments minéraux L'absorption de Mn est généralement réduite lorsque les plantes sont mycorhizées, probablement à cause d'une modification de la microfaune rhizosphérique (Marschner, 1995). Par contre, Une assimilation accrue d'autres éléments comme le Cu, le Zn et le Fe est observée chez les plantes associées CMA (Marschner, 1995; Smith et Read, 1997). Les champignons ectomycorhiziens peuvent prélever le K et le Mg à partir du sol et à partir de roches (Wallander et Wickman, 1999).

4.2. Protection de la plante par le champignon

4.2.1. Protection contre les pathogènes

La présence d’ectomycorhizes protège la plante contre certains microorganismes pathogènes grâce au manteau fongique qui est une barrière physique (Marx, 1973), à la modification de la composition de la microflore locale via la production de composés phénoliques dans les tissus végétaux en réponse à la présence du symbiote (Sylvia et Sinclair, 1983; Kope et Fortin, 1990) ou la production d’antibiotiques (phytoalexines ) (Duchesne et al., 1988a, b; Kope et al., 1991) ou par allélopathie (Frey et al., 1997).

Les champignons endomycorhiziens peuvent aussi réduire les symptômes des maladies chez les plantes causées par Fusarium oxysporum (St-Arnaud et al., 1995; Yergeau et al., 2006) et Pythium ultimum (St-Arnaud et al., 1994) probablement par le déclenchement des réactions de défense des plantes suite à la signalisation impliquée dans l’autorégulation de la symbiose et la modification des communautés microbiennes de la mycorhizosphère créant ainsi des conditions défavorables pour l’installation des organismes pathogènes (Stenström et al., 1997; Dumas-Gaudot et al., 2000; Pozo et Azcón-Aguilar, 2007; St-Arnaud et Vujanovic, 2007).

Les endomycorhizes peuvent aussi modifier le comportement de certains insectes ravageurs (St-Arnaud et Vujanovic, 2007) et minimiser l’effet nocif de certains nématodes phytoparasitaires (Dehene, 1982; Duponnois et Cadet ,1994; Elsen et al., 2002; Li et al., 2006).

35 Notions sur les mycorhizes

4.2.2. Protection contre les xénobiotiques

Les hyphes entourant les racines des plantes constituent une barrière physique contre les substances xénobiotiques (surtout des hydrocarbures aromatiques polycycliques (HAP), et les métaux lourds) et protègent ainsi le partenaire végétal du contact direct avec ces substances toxiques (Sarand et al., 1999; Martino et al., 2000; Jacob, 2001; Adriaensen et al., 2004; Bellion, 2006; Deram et al., 2008; Redon et al., 2008). Quelques espèces fongiques sont capables de dégrader les HAP par voie enzymatique (Braun-Lullemann et al., 1999; Dittmann et al., 2002; Genny et al., 2004).

4.3. La production de phytohormones

De nombreux travaux ont montré que le champignon mycorhizien modifie le statut hormonal du végétal en synthétisant des auxines (Ditengou, 2000; Barker et Tagu, 2000), des gibbérellines et des cytokinines (Gautier, 1987; Gogala, 1967 in Ditengou, 2000).

4.4. Meilleure cohésion mécanique du sol

Le réseau d’hyphes développé par la mycorhize à la formation et à la stabilisation des agrégats du sol, ainsi qu’au maintien du stock de matière organique et à la fixation des dunes (Bearden et Petersen, 2000; Fortin et al., 2008). La glomaline (glycoprotéine) excrétée par les MA assemble les particules les plus fines du sol afin de former des macro- et micro- agrégats qui jouent un rôle primordial dans la fertilité du sol, en retenant l’eau et les éléments minéraux et en favorisant les échanges gazeux (Miller et Jastrow, 2000; Rillig et Mummey, 2006).

4.5. Autres bénéfices des mycorhizes

Les mycorhizes favorisent la croissance et le développement des plantes (Koide, 2000; Dalpé, 2006; Arriagada et al.,2009; Leye et al., 2009; El-Khateeb et al., 2011; Dib- Bellahouel, 2012; Slama et al., 2012) et augmente sa résistance aux stress environnementaux (Sylvia et Williams, 1992) notamment le gel (Egli et Brunner, 2002), le froid (Charest et al., 1993), la salinité (Davis et Yong, 1985; Al-Karaki, 2000).

L’agriculture et l’horticulture utilisent désormais les champignons mycorhiziens comme fertilisants ceci permettrait de diminuer les apports d’engrais chimiques de 15 à 25 % (nuisibles à la biodiversité des sols et aux mycorhizes et à la diversité végétale), de réduire les coûts d’entretien et d’exploitation des sols et avoir de meilleurs rendements. Les champignons mycorhiziens sont aussi utilisés pour restaurer des sols perturbés, et limiter l’érosion et la

36 Notions sur les mycorhizes désertification (Dechamplain et Gosselin, 2002; Laminou, 2009; Raviv, 2010; Apple, 2010; Savoie et Largeteau, 2011). Par conséquent, la mycorhization est un outil biotechnologique potentiel dans la restauration des écosystèmes fragiles (Bratek et al., 2002; Quoreshi, 2008; Barea et al., 2011).

5. Bénéfices trophiques pour le champignon

Le champignon est dépendant des sucres simples que lui fournit la plante via la photosynthèse car les composés présents dans le sol (cellulose et lignine), sont di cilement assimilables par le champignon. Selon certains auteurs, environ 16% de la fixationffi nette de carbone par la plante sont alloués aux ectomycorhizes (Leake et al., 2001; Allen et al., 2003).

6. La mycorhization des espèces végétales en conditions contrôlées

La mycorhization en conditions contrôlées (axéniques et gnotoxéniques) nécessite un inoculum mycélien ou une suspension sporale de terfez et d’autre part des plants issus de semis ou des vitroplants.

6.1. Production de plants a) à partir de semis:

Les plants sont issus de la germination des graines désinfectées ou non selon les conditions de culture (Morte et al., 2008). b) par micropropagation:

Culture par multiplication végétative des plantes ou vitroplants (Strullu et al., 1984; Herrmann et Buscot, 2008) comme par exemple les plants d’H. almeriense micropropagés (Guttierrez et al., 1995; Morte et Honrubia, 1992 et 1997 in Morte et al., 2008; Morte et al., 2000), Robinia pseudoacacia (Bratek et al., 1996), H. guttatum (Khabar, 2002; Khabar et Najim, 2004) et H. violaceum (Zamora et al., 2006 in Morte et al., 2009, 2012 ) H. lippii L. var sessiliflorum (Hamza et al., 2012).

6.2. Production d’inoculum des terfez a) Suspension sporale:

Issue de morceaux secs d'ascocarpes déshydratés (Morte et al., 2008). b) Culture mycélienne sur milieux gélosés ou liquides:

Isolée à partir de la germination des ascospores issues ascocarpes (Awameh et Alsheikh, 1979 a et b et 1980 a et b; Fortas, 1990; Fortas et Chevalier, 1992 a ; Morte et al., 1994, 2008) 37 Notions sur les mycorhizes ou à partir des mycorhizes, lorsqu’elles sont obtenues en culture totalement axénique (Chevalier, 1972). c) Production de biomasse mycélienne en fermenteur:

La production d’inoculum mycélien de la truffe de désert T. olbiensis (souche 111ET) a été obtenue dans un fermenteur de 5 litres sur milieu MMN liquide à pH 7, à la température de 23°C et avec 60% l’O2 dissout. La biomasse mycélienne âgée de 20 jours a été ensuite conservée à + 4°C pendant 30 jours puis utilisée avec succès comme inoculum pour mycorhizer des plants d’H. almeriense.

La croissance fongique en bioréacteur est beaucoup plus rapide et plus efficace en terme de production de biomasse que la culture des mycètes dans des flacons par des moyens traditionnels (Le Tacon et al., 1985 et Carrillo et al., 2004 in Morte et al., 2008).

6.3. La synthèse mycorhizienne

Les plantes hôtes des terfez (jeunes plantules ou plants micropropagés) peuvent être inoculées (in vivo ou in vitro) avec une suspension sporale ou une culture mycélienne (Fig. 15).

38 Notions sur les mycorhizes

Ascocarpes des terfez In vivo In vitro

Graines des plantes hôtes

Plantules Plantes Suspension germées micropropagées Culture sporale mycélienne

Culture mycélienne en fermenteur

Mycorhization in vivo Mycorhization in vitro

7 mois 7 mois

9 mois 5 mois

Obtention des plantes mycorhizées

Fig. 15: Schéma du protocole de production des plants mycorhizés par les terfez in vivo et in vitro (Morte et al., 2008).

39 Notions sur les mycorhizes

7. La terfeziculture

La terfeziculture ou la culture des terfez au champ est appliquée avec succès dans certains pays.

En Namibie, à partir d’une co-culture de T. pfeilii avec la pastèque Citrullus lanatus sur terrain, en utilisant deux espèces d’Acacia comme plante hôte primaire pour la multiplication du mycélium de T. pfeilii avant le semis de Citrullus lanatus. Kagan-Zur et Roth-Bejerano (2006)

En Espagne, Morte et al. (2008 et 2009) par transplantation au champ des plants d’H. almeriense inoculés par T. claveryi. 600 Kg/ha/an de terfez ont été produit grâce à la gestion agricole adéquate des terfezières.

En Tunisie, Slama et al. (2010) par transplantation sur deux types de sol (sablonneux, gypseux) d’ H. sessiliflorum inoculé à T. boudieri et par inoculation directe des graines de la plante au champ. Le premier ascocarpes de T. boudieri a été récolté après un an de culture sur sol gypseux (Fig. 18) et deux autres sur les deux sols à côté des plants issus de l’inoculation directe durant la deuxième année.

Fig. 16: Première fructification de T. boudieri obtenue après un an de transplantation des plants d’ H. sessiliflorum au champ (Slama et al., 2010).

40 Chapitre III Données botaniques sur les espèces ligneuses étudiées Données botaniques sur les espèces ligneuses étudiées

1. Généralités sur le chêne vert

1.1. Systématique de l’espèce

Le chêne vert Quercus ilex L. est une espèce sclérophylle sempervirente de la famille des Fagacées, essence importante de la région méditerranéenne (Terradas, 1999).

Sa classification est la suivante (Nixon, 1993):

Règne: Plantae. Nom latin: Quercus ilex Embranchement: Spermatophyta. Noms commun: Sous-embranchement: Angiospermes. FR: Chêne vert, Yeuse. EN: holm oak, Evergreen Classe: Dicotylédones. Oak. ES:Encina. Sous classe: Archichlamydeae. Ordre: Fagales. Famille: Fagaceae. Genre: Quercus. Espèce: ilex L.

Quercus ilex inclus deux sub-espèces morphologiquement et biochimiquement différentes, (Senz de Rivas, 1967; Lumaret et al., 2002; Michaud et al., 1995): Quercus ilex subsp. ilex L. restreinte au climat doux et humide de la Grèce à la France (sur le littoral), et Quercus ilex subsp. rotundifolia Lam (ballota) qui domine les zones continentales en Espagne et l’Afrique du Nord (Tutin et al., 1993; Blanco et al., 1997). Quercus ilex est au fait Quercus rotundifolia, variété méridionale et occidentale de Quercus ilex (Haichour, 2009). 1.2. Répartition du chêne vert dans le monde

La chênaie verte couvre 2889341 ha sur le pourtour méditerranéen (Corcuera et al., 2004), principalement dans la partie occidentale depuis l'Afrique du Nord jusqu'à la Turquie, en passant par l’Espagne, le sud de la Bretagne et son aire de distribution se termine d'une manière disloquée sur les bords de la mer Noire (Quézel, 1985) puis diminue progressivement dans la partie centrale du bassin pour disparaître totalement dans la zone orientale (Fig. 17).

Les formations les plus âgées se rencontrent en Asie centrale et s’étendent de la Grande Bretagne jusqu’en Himalaya (Boudy, 1955).

41 Données botaniques sur les espèces ligneuses étudiées

Fig. 17: Aire de répartition du Q. ilex dans le Bassin méditerranéen (Salmon, 2004).

1.3. Répartition du chêne vert en Algérie

Quercus ilex est présent dans des forêts algériennes de l’Atlas saharien à l’atlas Tellien où il forme de belles forêts en Kabylie et sur les monts de Tlemcen (Maire, 1926; Quezel, 1976) (Fig. 18). Les plus importantes chênaies se trouvent en Oranie, en peuplements purs ou mélangés avec le pin d’Alep dans la région de Tiaret, de Saïda et sous forme de futaies dans la région de Tlemcen.

Fig. 18: Aire de répartition du Q. ilex en Algérie (Haichour, 2009).

42 Données botaniques sur les espèces ligneuses étudiées

1.4. Caractères botaniques

Le chêne vert est un arbre de taille modeste, atteignant ≈ 20 à 25m de haut. Il présente une ramure assez dense et ramifiée, grise argentée noircissant avec l'âge (Fig. 19 a, b et c).

Les feuilles, toutes persistantes, restent souvent sur les rameaux pendant deux à trois ans, coriaces et pubescentes sur la face inférieure. Leur morphologie est variable, elles sont petites ou moyennes (3-5 cm de longueur), dentées ou lisses avec un pétiole court, plus ou moins lobées, à sommets aigus ou obtus (Fig. 19 b).

Les chatons mâles de couleur verts jaunâtres, sont allongés et pubescents. Les fruits (glands) sont verts et deviennent marron à maturité, allongés (de 1 à 3 cm de long) portés par une cupule hémisphérique grise écailleuse subsessile sur les ramuscules de l’année.

C’est une espèce monoïque et probablement dotée d’un système d’auto-incompatibilité (Yacine et Lumaret, 1988; Michaud et al., 1992), la pollinisation est anémophile, tandis que la dissémination est principalement zoochore (dispersion par les animaux)(Orsini, 1979 in Vivat, 1995). Sa longévité exceptionnelle peut atteindre un millier d’années pour un diamètre d’un mètre (Chevalier, 1996).

a b

c

Fig. 19: Arbre de Quercus ilex. (a) vue générale; (b) feuilles; (c) tronc. (Anonyme 2).

43 Données botaniques sur les espèces ligneuses étudiées

1.5. Exigences écologiques de l’espèce

1.5.1. Exigences climatiques

Le chêne vert occupe les étages bioclimatiques semi-aride et subhumide, humide et perhumide. Cependant, il se développe mieux en climat subhumide (Barbero et al., 1992). Il préfère les zones ensoleillées et tolère les températures chaudes atteignant 42°C mais supporte aussi le froid (-15°C). Il est habitué à des endroits venteux et enclins aux embruns comme les bords de mer. Il supporte des précipitations de 384 à 1462 mm (Sauvage, 1961) et même de 100 mm (Paton et al., 2009).

1.5.2. Exigences édaphiques

Le chêne vert n’est pas exigeant, il s’accommode à divers substrats (Maire, 1926; Boudy, 1952; Quezel, 1976, 1979) siliceux ou calcaires et des sols superficiels ou profonds. Il se rencontre sur grès, calcaires, marno- calcaires, dolomies et schistes. Mais cet arbre fuit les substrats mobiles et les sols hydromorphes (Achhal, 1979). Il se rencontre entre 0 et 2000 m d’altitude bien que la majorité des forêts de Quercus ilex se trouvent à 400 et 1200 m (Paton et al., 2009).

1.6. Phénologie de l’espèce

Le chêne vert présente deux croissances végétatives (Gratani, 2000; Corcueraetal., 2005; Gratanietal., 2008). L’une se déroulant au printemps, produit une biomasse importante, et l’autre en l’automne selon l’abondance des précipitations (Gratani, 1996; Castro-Diez et Montserrat-Marti, 1998; Montserrat-Marti et al., 2009) qui doivent être suffisamment importantes pour reconstituer la réserve hydrique après la sécheresse estivale (Vivat, 1995). Sa floraison a lieu en avril et s’étend à mai, tandis que les fruits mûrissent en octobre à décembre. Il fructifie lorsque l’individu atteint ≈ douze ans, surtout à 25-30 ans et abondamment entre 50 et 100 ans (Boudy, 1952).

1.7. Intérêt

Le chêne vert joue un rôle considérable dans l’économie et l’écologie de la région méditerranéenne. Son bois est utilisé pour multiples usages (Scarascia-Mugnozzaetal., 2000): manches, pièces de bois tournées, pavements, menuiserie et parquets, en saboterie, charronnage et traverses de chemin de fer, et dans la construction des bateaux (Mauri et Manzanera, 2005). De plus, c’est un excellent combustible et un très bon charbon. Le tanin provenant de l’écorce du chêne vert et des galles, est utilisé pour le tannage des peaux.

44 Données botaniques sur les espèces ligneuses étudiées

Ses glands restent une nourriture de prédilection du bétail soit sous forme des glands, soit sous forme de farine (Pardo, 2005).

Du coté pharmacologique, l’écorce astringente et tonique est employée contre les diarrhées, angines, affections chroniques de la rate et cirrhose du foie et autrefois comme contrepoison (flèches empoisonnées, morsures de serpent).

Les forêts de chênes, jouent un rôle fondamental dans la conservation et la régénération des sols en milieu méditerranéen (protection contre l’érosion pluviale ou éolienne).

Les truffes vivant en association symbiotique ectomycorhizienne avec les racines du chêne vert (sylviculture truffière), présentent une autre valeur économique de l’espèce, et pourrait contribuer au développement rural et à la stabilisation de population dans des secteurs déprimés (Chevalier, 1996; Mauri et Manzanera, 2003 et 2005; Diette, 2003 in Pardo, 2005).

2. Généralités sur le pin d’Alep

2.2. Systématique de l’espèce

Pinus halepensis Mill., nom scientifique donné par Philip Miller en 1768 puis Duhamel a ensuite décrit le pin d’Alep sous le nom de Pinus hierosolimitana en 1755 (in Nahal, 1962).

Le pin d’Alep appartient à la famille des pinacées (Abiétacées), genre Pinus, sous genre Pinus (Eupinus), section Halepensoïdes, et sous-groupe halepensis. Sa classification est la suivante (Ozenda, 2006):

Règne: Plantae. Noms communs: Sous-règne: Tracheobionta. Embranchement: Spermaphytes. Français: Pin blanc, Pin d'Alep, Pin de Sous-embranchement: Gymnospermes. Jérusalem; Arabe: Sanawbar el halabi; Classe: Pinopsida. Espagnol: Pi blanc, Pi bord, Pincarrasco, Ordre: Coniferales. Pinoblanquillo; Italien :Pino di Aleppo; Famille: Pinaceae. Berbère:Tayada. Sous-famille: Pinoideae. Genre: Pinus. Espèce: Halepensis (Miller, 1768) subsp. Halepensis.

45 Données botaniques sur les espèces ligneuses étudiées

2.2. Répartition du pin d’Alep dans le monde

Pinus halepensis se trouve à l’état spontané autour du Bassin méditerranéen, sauf en Egypte. Il est très répandu en Afrique du Nord surtout en Algérie et Tunisie où il constitue les massifs les plus importants (Nahal, 1986). Ses forêts occupent plus de 2.5 millions d’hectares (Quézel, 2000) réparties dans certains pays situés sur le pourtour de la Méditerranée (Fig. 20).

Fig. 20: Aire de répartition du Pin d’Alep en région méditerranéenne (Fady et al., 2003).

En Espagne, il constitue 15 % de la superficie boisée (surtout sur les chaines littorales de Catalogne, de la région de Valence et Murcie). Aux îles Baléares, il monte jusqu’à 1.200 m d’altitude (Kadik, 1987).

En France, les peuplements occupent 36.000 à 232.000 ha en un siècle (Brochiero et al, 1999 (surtout en Provence et peu à l’Ouest du Rhône) En Corse, sa spontanéité est douteuse (région de Saint Florent) (Kadik, 1987).

En Italie, le pin d’Alep couvre ≈ 20.000 ha et reste à proximité des côtes (Pardé, 1957. Haffane, 1982) (massifs dans la province de Tarente et quelques localités en Sardaigne et en Sicile).

Il est représenté peu en Yougoslave, en Grèce, en Turquie, par des peuplements relativement importants en Palestine et en Jordanie (Quezel et Barbero, 1992) et quelques boisements en Syrie et au Liban (Kadik, 1987).

46 Données botaniques sur les espèces ligneuses étudiées

En Lybie, il existe dans quelques localités en Cyrénaïque littoral ; en Tunisie, il occupe 370.000 ha (Ammari et al, 2001) surtout sur les Monts de la dorsale tunisienne (Souleres, 1969) et au Maroc 65.000 ha dans le Rif, le moyen et le haut Atlas (Ammari et al ,2001).

2.3. Répartition du pin d’Alep en Algérie

Fig. 21: Aire de répartition du pin d’Alep en Algérie (Bentouati, 2006).

En Algérie, il occupe 35 % de la surface boisée (Fig. 21). Il forme des peuplements dans la région de Tébessa, les plateaux constantinois et les Aurès, la région d’Alger (forêts de Médéa), à Bel Abbès, à Saida et dans l'Ouarsenis, l’atlas saharien et dans la région de Djelfa, les Monts des Ouled-Nail (Mezali in Bentouati, 2006).

2.4. Caractères botaniques

C’est un arbre toujours vert (Fig. 22), vivace, ≈ 20 m de haut, au tronc généralement tortueux, à écorce d’abord lisse et grise, puis épaisse et crevassée tournant au rouge-brun avec l’âge. Les arbres jeunes sont de forme assez régulière, les plus âgés, dégarnis à la base, ont un houppier plus dispersé, une cime irrégulière peu dense (Seigue, 1985).

Les aiguilles fines et souples et réunies par deux, mesurent 5 à 10 cm de long, de couleur vert jaunâtre. Le pin d’Alep est une plante à fleurs mâles et femelles séparées (monoïque) situées sur le même individu; elles sont groupées en épis.

Les fruits sont des cônes verticillés apparaissant à l'automne sur les arbres adultes. Les écailles s'écartent à maturité, libérant des graines ≈ 7 mm, mates, munies d'une aile 4 fois plus longue qu'elles, persistante qui permet leur dissémination rapide (Anonyme 3).

47 Données botaniques sur les espèces ligneuses étudiées

Fig. 22: Schéma représentatif des différentes parties de pin d’Alep (Anonnyme 5).

2.5. Exigences écologiques de l’espèce

2.5.1. Exigences climatiques

Le pin d’Alep se rencontre dans les étages bioclimatiques méditerranéens: arides supérieurs, semi-arides, sub-humides et humides, il reste néanmoins une essence de l’étage semi-aride (Nahal, 1986). C’est une espèce héliophile (supportant de forts éclairements) et xérophile (supportant de longues périodes de sécheresse); elle se développe à des températures moyennes annuelles de 11 à 19 °C mais peut supporter exceptionnellement des températures de -15 à -18 °C de courte durée (Nahal, 1962).

Il exige des précipitations annuelles de 350 à 700 mm ou 200 à 1500 mm (Quezel, 1986).

2.5.2. Exigences édaphiques

Le pin d’Alep se développe les substrats marneux, calcaires et calcaro-marneux (Quezel et Barbero, 1992) mais également sur les schistes et les micaschistes (sur littoral algérois) mais jamais sur les granites ou les gneiss. Il tolère très mal les sols sablonneux et pas du tout les nappes aquifères permanentes qui asphyxient son système racinaire (Quezel, 1986).

Ses meilleurs peuplements sont situés sur des sols à réaction basique 7,5 < pH <8,5 mais on peut rencontrer des formations sur sols acides (Provence et Sardaigne), surtout en position sub-littorale (Molinier, 1954 in Quezel et Medail, 2003).

Au nord méditerranéen, on le rencontre à 0–600 m d’altitude et au sud à 0–1400 m et même à 2.600 m dans le Haut Atlas du Maroc (Bouguenna, 2011).

48 Données botaniques sur les espèces ligneuses étudiées

2.6. Phénologie de l’espèce

La croissance en hauteur de la pousse terminale du pin d’Alep se fait en deux temps: en automne, il développe un bourgeon terminal qui donnera naissance ensuite au printemps suivant à une pousse terminale (Serre, 1976 a et b; Nicault et al., 2001).

Les cônes du pin d’Alep mûrissent au cours de la deuxième année et leurs graines sont libérées au cours de la troisième année (Nahal, 1962; Francelet, 1970). Suite à de fortes chaleurs, les écailles du cône s’ouvrent et les graines sont naturellement disséminées entre fin Août et fin Octobre (Francelet, 1970). Elles germent à la fin de l’automne ou au début du printemps (Calamassi et al., 1984).

Le pin d’Alep fructifie à l’âge de 10-12 ans, mais ses graines sont aptes à germer qu’à l’âge de 18 à 20 ans (Nahal, 1962).

2.7. Intérêt économique de l’espèce

Ecologiquement, P. halepensis est l'espèce forestière la plus importante dans de nombreux pays méditerranéens. Il est utilisé généralement dans des programmes de reboisement des sols dégradés (Maestre et Cortina, 2004), cas de la «ceinture verte» dans le sud de l'Algérie, où 1 million de hectares ont été plantés de pins d'Alep il y a plus de 20 ans (Lahouati, 2000).

Son bois est utilisé en construction, industrie, menuiserie, bois et pâte à papier, pour l'étayage des mines, la construction navale et la charpenterie.

Le pin d’Alep donne environ 3 Kg de résine (la gemme) par arbre et par an (Parajoannou, 1954 in Kadik, 1987). La gemme pure contient 20 à 24 % d’essence de térébenthine et 75 à 80 % de cellophane, elle a aussi des usages médicinaux (Kadik, 1987).

Ses bourgeons très résineux, sont utilisés comme balsamiques et diurétique (sirops et pastilles). On extrait à partir du bois aussi par distillation du goudron de Norvège, à propriétés balsamiques et antiseptiques

Les graines de pin sont comestibles et utilisées en pâtisserie et confiserie ou peuvent être mangées crues en cassant leur coque.

49 Deuxième partie Etude expérimentale Chapitre I Matériel et méthodes Matériel et méthodes

1. Matériel

1.1. Origine du matériel fongique

Les deux espèces de terfez étudiées proviennent de deux sites à terfez différents. Tirmania pinoyi Maire a été récoltée en Avril 2009 dans une station à terfez de la région de Mecheria (Wilaya de Naama) et Terfezia leptoderma Tul. a été récoltée en Mars 2005 au Sud de la France sous Quercus ilex.

Les ascocarpes récoltés ont été soigneusement nettoyés pour éliminer les particules de terre et desséchés au soleil puis conservés à la température ambiante.

La morphologie des asques et des ascospores a été observée au microscope optique à partir d’une suspension sporale issue de glèbe afin de confirmer l’affiliation. La réaction au Meltzer permet de confirmer le genre de terfez.

La culture mycélienne de T. pinoyi provient de la collection de cultures fongiques du Laboratoire LBMB. Elle a été obtenue par Fortas (1990) et Fortas et Chevalier (1992 a) à partir de la germination des ascospores.

1.2. Le matériel végétal

Nous avons testé deux espèces essences ligneuses : Pinus halepensis Mill. et Quercus ilex L.

Les graines de P. halepensis et les glands de Q. ilex (Fig. 23 a et b) nous ont été fournis en 2010 par le Parc National de Lalla Setti, service foresterie de Lalla Setti, Wilaya de Tlemcen.

Ils ont été conservés à la température ambiante, à l’abri de la lumière et de l’humidité pour préserver leur vitalité et empêcher leur détérioration.

a b

Fig. 23: Graines des espèces végétales utilisées. (a) P.halepensis, (b) Q. ilex.

50 Matériel et méthodes

1.3. Le substrat de culture

Pour la réalisation des synthèses mycorhiziennes, nous avons utilisé un substrat naturel.

Le sol provient d’une station à Terfezia boudieri située dans la forêt de Stidia (Wilaya de Mostaganem) (Figs. 24 et 25). La forêt de Stidia s’étend sur une surface de 55 km2, elle est limitée par les communes de Hassi Maameche et Mezahrane au Nord, de Fornaka au Sud et d’Ain Nouissy à l’Est (Anonyme 4).

Fig. 24: Localisation de la station de prélèvement des échantillons du sol (forêt de Stidia) dans la wilaya de Mostaganem (Zitouni, 2010).

51 Matériel et méthodes

Des prélèvements de la terre ont été effectués à divers endroits de la station à proximité d’Helianthemum ledifolium, plante hôte de T. boudieri et à une profondeur de 20 cm de la surface du sol.

Fig. 25: Vue d’ensemble de la forêt de Stidia, prise en Février 2009 (Zitouni, 2010).

Les échantillons de terre prélevés sont ensuite mélangés, tamisés afin d’éliminer les cailloux et les débris végétaux et mis à sécher à la température ambiante.

Les analyses physico-chimiques du sol de Stidia effectuées par Aïbeche (2008) montrent que le sol est de nature sableuse légèrement limoneuse, non salé, alcalin (pH = 8.37), pauvre en phosphore assimilable et en azote, bien pourvu en calcaire, et avec une forte teneur en matière organique. Ce type de sol favorise le développement des terfez (Diez et al., 2002; Fortas, 2004).

2. Réalisation des synthèses mycorhiziennes

2.1. En conditions de serre

2.1.1. Désinfection de la terre

La terre est autoclavée dans des seaux métalliques pendant 1 h à 120°C afin d’éliminer toute contamination par des micro-organismes (Fortas, 1990). Les seaux sont laissés pendant une semaine puis sont ouverts pour éliminer les toxines volatiles.

Selon Marx et al. (1991), pour réussir l’inoculation en pépinière, le sol doit subir un traitement chimique ou physique pour éliminer ou réduire significativement la densité des

52 Matériel et méthodes populations de champignons, de bactéries, d’insectes et de nématodes, qui pourraient rivaliser avec l’inoculum et réduire l’efficacité de son introduction.

Une quantité de gravier est autoclavée 1h à 120°C et une autre de vermiculite (substrat inerte), est stérilisée au four Pasteur pendant 3 h à 180°C.

La vermiculite est utilisée en horticulture pour faciliter l’initiation de la croissance des jeunes plantes mycorhizées (Trappe, 1977). De plus, elle assure une bonne aération et une bonne fixation des ascospores (Slama et al., 2010).

2.1.2. Désinfection des graines

- Les graines du pin d’Alep ont été prétraitées pour éviter tout risque de contamination et faciliter leur germination. Ce prétraitement consiste à les mettre dans une solution d’eau oxygénée à 10 % pendant 3 h et 30 mn (Ravolanirina, 1986). Elles sont ensuite directement semées dans les pots.

- Les glands de chêne vert nécessitent une scarification qui consiste à les tremper dans l’hypochlorite de sodium à 8° chlorométriques pendant 5 mn puis les rincer soigneusement à l’eau distillée. Ils sont ensuite mis à germer dans des récipients contenant du sable (préalablement stérilisé) et humidifiés par l’eau distillée stérile.

Les récipients contenant les glands sont placés à 4° C au réfrigérateur, à l’obscurité pendant 30 jours (jusqu’à l’apparition des radicelles).

2.1.3. Préparation de l’inoculum

Les ascocarpes desséchés de T. pinoyi et de T. leptoderma sont désinfectés par flambage à l’alcool, réhydratés pendant 24 h dans l’eau distillée stérile et broyés jusqu’à l’obtention d’une suspension sporale homogène.

L’inoculum est préparé à partir de la suspension sporale de T. pinoyi ou de T. leptoderma mélangée à 2/3 (v/v) de terre désinfectée et à 1/3 (v/v) de vermiculite désinfectée suivant la technique utilisée à l’INRA de Clermont Ferrand (France) pour la production de plants de chênes mycorhizés par la truffe noire du Périgord (Tuber melanosporum).

53 Matériel et méthodes

2.1.4. Inoculation des plants

L’inoculation est effectuée selon la méthode utilisée par Fortas (1990) et Fortas et Chevalier (1992 b).

Les cultures sont réalisées en pots ouverts en matière plastique de 400 mL pour P. halepensis et de 700 mL pour Q. ilex qui sont préalablement lavés et désinfectés à l’eau de javel à 13° chlorométriques.

Les pots sont d’abord tapissés d’une couche de gravier stérilisé pour le drainage des eaux d’arrosage puis remplis au 2/3 de son volume de terre désinfectée.

Les graines de pin d’Alep désinfectées sont directement semées dans les pots contenant le substrat inoculé ou non, à raison de 3 graines par pot. Les glands de chêne vert prégermés dont les radicelles ont une longueur de 2 à 3cm sont placés à raison d’un gland par pot puis 1/3 de la terre désinfectée restante est ajouté par-dessus.

Nous avons inoculé:

- T. leptoderma à P. halepensis et à Q. ilex - T. pinoyi à P. halepensis et à Q. ilex

Pour chaque association mycorhizienne, 25 pots ont été utilisés dont 15 pour les plants inoculés et 10 pour les témoins.

Les cultures en pots sont placées en serre non climatisée et les plants sont arrosés périodiquement à l’eau du robinet. Les cultures sont maintenues en serre pendant 16 mois.

2.2. En conditions axéniques

Nous avons associé seulement P. halepensis au mycélium isolé de T. pinoyi.

La synthèse des mycorhizes en conditions contrôlées est la seule qui puisse révéler indubitablement, le caractère mycorhizogène d’une espèce fongique donnée vis-à-vis d’une plante hôte.

2.2.1. Obtention des plantules aseptiques

Les graines de P. halepensis désinfectées (Ravolanirina, 1986), sont mises à germer sur l’eau gélosée à 0,8% en boîtes de Pétri (Annexe 1) et incubées à l’obscurité à 18-20°C pendant 20 jours pour vérifier la stérilité des graines et obtenir des plantules aseptiques.

54 Matériel et méthodes

2.2.2. Préparation des cultures mycéliennes

Des implants du mycélium de T. pinoyi de 1cm de côté sont aseptiquement prélevés à partir d’une culture mycélienne et ensemencés sur milieu à l’extrait de malt gélosé en boîtes de Pétri (Annexe 2). Les boîtes sont hermétiquement fermées et mises en incubation à 25°C pendant 20 jours.

2.2.3. Inoculation des plants

Les synthèses mycorhiziennes sont réalisées dans des flacons de 500 mL contenant 200 mL de perlite préalablement désinfectée au four Pasteur pendant 1h à 180 °C puis imprégnée de 120 mL de solution nutritive MNM (Annexe 3). Les flacons bouchés avec du coton cardé sont autoclavés pendant 20 mn à 120 °C.

Des plantules aseptiques de P. halepensis (dont la radicule est de 2 à 3 cm), sont repiquées au centre des flacons et inoculées avec des fragments mycéliens de T. pinoyi issus d’une culture jeunes sur milieu à l’extrait de malt gélosé.

Les téguments des graines sont aseptiquement éliminés avant leur repiquage dans les flacons afin d’éviter les contaminations.

Les flacons contenant des plants inoculés et les témoins (non inoculés) sont soigneusement rebouchés avec du coton cardé et placées dans une chambre de culture climatisée programmée: intensité lumineuse de 1068 lux; photopériode 9 h 30 mn; température de 23 ± 1°C.

Les cultures sont maintenues pendant 9 mois en chambre de culture.

3. Méthodes d’étude des mycorhizes

3.1. Examens macroscopiques et microscopiques des racines

 Examens sous la loupe stéréoscopique

Les plants élevés en serre sont délicatement retirés de leurs pots avec leur motte de terre sans endommager les racines. Leurs systèmes racinaires sont soigneusement lavés à l’eau du robinet pour éliminer les particules de terre puis examinés sous la loupe stéréoscopique pour détecter la présence du mycélium frangeant et observer la morphologie et la couleur des racines courtes.

55 Matériel et méthodes

 Examens microscopiques après coloration des racines au bleu de trypan

Les observations microscopiques sont effectuées sur des fragments de racines de 1 cm de longueur préparés selon la méthode de Wubet et al. (2003) avec quelques variantes et colorés au bleu de trypan (Annexe 4).

La méthode consiste à laver les racines et les immerger dans une solution de KOH à 10%, à 90°C pendant 2h. Après élimination du KOH, les racines sont rincées à l’eau distillée puis mises dans l’eau oxygénée à 10% pendant 3 mn. Elles sont ensuite acidifiées pendant 1 à 3 mn par l’HCl à 10 %, colorées pendant 1 h par une solution de bleu de trypan (0,1 %) au lactophénol (Annexe 4) à 90°C puis rincées plusieurs fois avec de l’eau distillée.

Des fragments de racines sont ensuite montés entre lame et lamelle dans une goutte de lactoglycérol (v/v) et observés au microscope photonique.

3.2. Méthode d’évaluation de l’infection mycorhizienne

La méthode consiste à prélever au hasard de chaque plante mycorhizée 50 fragments de racines d’environ 1cm, après leur coloration au bleu de trypan. Les fragments sont ensuite montés sur une lame de verre, dans une goutte de lactoglycérol (v/v) à raison de 10 fragments par lame et observés au microscope photonique (Trouvelot et al., 1986).

La fréquence de mycorhization F est exprimée par:

F % = 100 (N-N0) / N.

N est le nombre de fragments observés, N0 est le nombre de fragments non infectés.

Le nombre F donne une idée sur l’intensité de l’infection.

3.3. Méthode d’évaluation de l’indice de dépendance mycorhizienne

L’indice de dépendance mycorhizienne relative (IDMR) est calculé à partir des moyennes des biomasses aériennes:

IDMR = 100 (psM+ - psM-) / psM+ psM+ et psM- représentent respectivement les poids secs des parties aériennes des plants mycorhizés et non mycorhizés (Plenchette et al., 1983 in Echairi et al., 2008).

56 Matériel et méthodes

3.4. Méthode de mesure de la croissance des plants

La croissance des plants est estimée par les mesures de la hauteur de la partie aérienne, du poids frais de la plante entière, du poids sec des parties aériennes ainsi que par le nombre et la surface des feuilles des plants inoculés et témoins. Le nombre des racines secondaires est aussi noté (Gay, 1978).

Le séchage des plantules se fait dans une étuve à 60 °C pendant 72 h pour le pin d’Alep (Diaz et al., 1996) et 96 h pour le chêne vert.

4. Interprétation statistique

Les résultats de la mesure de la croissance des plants sont soumis à des analyses de variance (ANOVA) et des comparaisons de moyennes à l’aide du logiciel Statistica.

57 Conclusion Conclusion

Notre thème de recherche porte sur l’étude du pouvoir mycorhizien, en conditions gnotoxéniques et axéniques, de deux espèces de terfez (Tirmania pinoyi et Terfezia leptoderma) sur le développement de deux essences forestières le pin d’Alep (Pinus halepensis) et le chêne vert (Quercus ilex).

L’étude des paramètres de développement des plants inoculés, en conditions gnotoxéniques, montrent que l’inoculation de P. halepensis par T. pinoyi ou par T. leptoderma améliore significativement la croissance de ces plants par rapport aux témoins. Quelques plants de chêne vert répondent positivement seulement à l’inoculation par T. pinoyi.

L’évaluation des fréquences d’infection mycorhizienne indique que les deux partenaires végétaux de la symbiose répondent différemment à la mycorhization par les deux espèces de terfez. P. halepensis semble s’associer plus facilement avec les terfez que Q. ilex.

L’indice de dépendance mycorhizienne (IDMR) est plus élevé chez le pin d’Alep mycorhizé par les deux espèces de terfez que chez le chêne vert, cependant, il varie selon l’espèce végétale et le champignon inoculé.

Les racines de P. halepensis et de Q. ilex mycorhizées observées directement sous la loupe stéréoscopique révèle une diversité morphologique des ectomycorhizes obtenues après 16 mois de culture en serre. Leurs examens microscopiques, après traitement et coloration, montrent que T. pinoyi forme avec P. halepensis des ectomycorhizes avec un manteau lâche (peu épais), et un réseau de Hartig. Ce manchon est lisse, de 30µm d'épaisseur, avec des hyphes émergents septés. La structure du manteau est pseudoparenchymateuse (forme en puzzle). Par contre, les hyphes de T. leptoderma infectent les racines sans former de manchon fongique. Les deux espèces de terfez forment avec Q. ilex des ectomycorhizes sans manteau avec un réseau de Hartig.

Quant aux synthèses mycorhiziennes entre P. halepensis et T. pinoyi, réalisées en conditions axéniques, les résultats sont moins satisfaisants que ceux obtenus en conditions gnotoxéniques. Après 9 mois de culture, le taux de mortalité des plants est très élevé en chambre de culture, il est de 91,11% chez les plants inoculés et 96,66% chez les témoins.

L’estimation des paramètres de développement a été effectuée sur un nombre réduit des plants inoculés (8 plants) et témoins (2 plants). Le facteur inoculation a des effets non significatifs sur la stimulation de la croissance des plants inoculés, par contre, il est significatif sur le poids frais de la partie racinaire.

97 Conclusion

T. pinoyi forme avec P. halepensis des ectomycorhizes mais la présence de manteau n’a pas été observée chez les plants de pin d’Alep âgés de 9 mois.

En perspectives, il serait utile de:

 Effectuer des études cytologiques des ectomycorhizes obtenues en réalisant des coupes et des observations en microscopie photonique et en microscopie électronique pour mieux connaître cette association symbiotique  Réaliser d’autres associations mycorhiziennes entre les deux espèces de terfez et d’autres essences forestières pour déterminer le pouvoir mycorhizogène de ces champignons  Compléter cette étude en optimisant les conditions des cultures axéniques et gnotoxéniques et en testant des plants issus de semis ou obtenus par micropropagation  Enfin, les résultats intéressants que nous avons obtenus avec les espèces ligneuses en particulier le pin d’Alep associé aux deux espèces de terfez ouvrent des perspectives pour la production en pépinière de plants mycorhizés par les terfez. Leur plantation sur le terrain permettra de mettre en valeur les régions steppiques, de lutter éventuellement contre la désertification et d’envisager une terfeziculture algérienne qui pourrait promouvoir le niveau social et économique des populations de ces régions.

98 Références bibliographiques Abbott L.K., 1982. Comparative anatomy of vesicular-arbuscular mycorrhizas formed on subterranean clover. Aust. J. Bot., 30: 485-499.

Abdel-Azeem A.M., 2010. The history, fungal biodiversity, conservation, and future perspectives for mycology in Egypt. IMA Fungus, 2(1): 123-142.

Abdullah S.K., Al-Issa A.H., Ewaz J.O., Al-Bader S.M., 1989.Taxonomy of edible hypogeous Ascomycotina of Iraq. Int. J. Mycol., Lichenol, 4: 9-22.

Abourouh M., 2011. Truffes du désert du Maroc: diversité et modes d’exploitation. 6 ème Rencontre de MICOSYLVA, Mértola (ADPM), Portugal, pp. 15-18.

Abulail M.F.N., 2009. Etude de l’association mycorhizienne entre Terfezia leptoderma Tul. et deux espèces de plantes Cistacées. Essai d’obtention de cultures mycéliennes à partir de trois espèces de terfez. Mém. Ing., Univ. Oran, 54 p.

Abu-Rabia A., 1983. Folk Medicine among the Bedouin Tribes in the Negev. The Jacob Blaustein Institute for Desert Research, Jerusalem, 17 p.

Achhal.1979. Le chêne vert dans le Haut Atlas central: Etude phytoécologique. Problèmes posés par les aménagements de la chênaie .Thèse Doct.3ème cycle, Univ.Aix.Marseille (France), 116p.

Ackerman L.G.J., Van Wyk P.J., du Plessis L.M., 1975. Some aspects of the composition of the Kalahari truffle or N’abba. S. Afr. Food Rev., 2: 145-146.

Adriaensen K., Van Der Lelie D., Van Laere A., Vangronsveld J., Colpaert J.V., 2004. A zinc- adapted fungus protects pines from zinc stress. New Phytol., 161: 549-555.

Afyon A., 1996. Some macrofungi determined of Isparta Province in Turkey. Turkish Journal of Botany 20: 161-164.

Agaoglu Y.S., Artik N., Ercan R., Guler M., Baspinar E., 1992. Chemical composition of desert truffle (Terfezia boudieri) grown in Turkey. Micologiae Vegetazione Mediterranea, 7(2): 295-301.

Agerer R ., 1987-1998. Color atlas of ectomycorrhizae.1st-11th delivery, Einhorn-Verlag, Schwabisch Gmünd.

Agerer R., 2006. Fungal relationships and structural identity of their ectomycorrhizae. Mycol. Progress, 5: 67- 107.

Agnello C., Kaounas V., 2011. Tuber asa and T. gennadii. A close morphological study of two species often confused in the past with a brief historical bibliographic summary. Revue internationale pour la taxinomie des Ascomycota, 4(3): 65-74.

Ahmed A.A., Mohamed M.A., Hamid M.A., 1981. Libyan truffles “Terfezia boudieri Chatin”: Chemical composition and toxicity. J. Food. Sci., 46 (3): 927-929.

Aïbeche C., 2008. Caractéristiques écologiques et mycologiques d’une espèce de terfez du littoral Ouest algérien. Essai de mycorhization contrôlée avec sa plante-hôte naturelle Helianthemum guttatum. Mém. Magister, Univ. Oran, 85p.

Al-Achkar K., Ali M.H., 2007. Etudes des mycorhizes à vésicules et à arbuscules chez certaines espèces en Syriens sols. Revue de l’Université de Dames, 23 (1): 61-75.

99 Al-Alawi N.A. M., 2009.Food Habits Related With Feeding The Truffle Fangs and Effect of Some Of Their Treatments on Experimental Rats. Thèse Master, College of Education for Home Economics, Makkah Al MukarramahArabie Saoudite, 258p.

Al-Azmi D., Saad H.R., Farhan A.R., 1999.Comparative study of desert truffles from Kuwait and other countries in the Middle East for radionuclide concentration. Biological Trace Element Research, 71-72 (1): 309-315.

Al-Delaimy K.S., 1977.Protein and amino acid composition of truffles. Can. Inst. Food Sci. Technol. J., 10: 221-222.

Ali A., Hossein S., 2008. Mycorrhiza between Kobresia bellardii (All.) Degel and Terfezia boudieri Chatin. Turk J Bot 32:17-23.

Ali S.A., 2006. Antimicrobial and antioxidant activity of two desert truffles Tirmania and Terfezia. Master of Science, University of Montreal (Canada), 129p.

Alexander I.J., Norani A., Lee S.S., 1992.The role of mycorrhizas in the regeneration of some Malaysian forest trees.PhilosophicalTransactions of the Royal Society of London, 335: 379-388.

Al-Karaki G.N., 2000. Growth and mineral acquisition by mycorrhizal tomato grown under salt stress. Mycorrhiza, 10: 51-54.

Al-Laith A.A., 2010.Antioxidant components and antioxidant / antiradical activities of desert truffle (Tirmania nivea) from various Middle Eastern origins. J. Food Composition and Analysis, 23: 15-22.

Allen T.R., Millar T., Berch S.M., Berbee M.L., 2003.Culturing and direct DNA extraction find different fungi from the same ericoid mycorrhizal roots. New Phytol., 160:255-272.

Allen M.F., 2007. Mycorrhizal fungi: Highways for water and nutrients in arid soils. Vadose Zone Journal, 6 (2): 291-297.

Al-Marzooky M.A., 1981. Truffles in eye disease. In: Proceedings of the International Conference on Islamic Medicine, Kuwait, pp. 353-357.

Al-Naama N.M., Ewaze J.O., Nema J.H., 1988. Chemical constituents of Iraqi truffles. Iraqi Journal of Agricultural Sciences, 6: 51-56.

Al-Rahmah A.N., 2001.Truffle of Deserts and Jungles (In Arabic).King Saud University Publications, Riyadh, Saudi Arabia, p. 272.

Al-Ruqaie I.M., 2002.Effect of different treatment processes and preservation methods on the quality of truffles. I. Conventional methods (drying/freezing). Pak. J. Biol. Sc., 5: 1088-1093.

Al-Ruqaie I.M., 2009. Effect of Treatment Process and Preservation Method on Shelf Life of Truffles: II. Non-Conventional Methods (Radiation). Int. J. Biol. Chem., 3: 126-131.

Al-Saadi A.H., Benkayal F.A., Al-Saadi M.H., 2005. Libyan Truffles Terfezia boudieri Chatin: Characterization of Lipids and Total Protein Electrophoretic Pattern. Sci. Res., 32 (2): 269-277.

Alsheikh A.M., 1984. Mycorrhizae of annual Helianthemum species formed with desert truffles. Proc. 6th North Amer. Conf. on myc., Corvallis, Oregon: 445 p.

Alsheikh A.M., 1995. Taxonomy and mycorrhizal ecology of the desert truffles in the genus Terfezia. Dissertation Abstracts International, 56 (1): p 23.

100 Alsheikh A.M., 1998. Pure culture mycorrhizal synthesis of Cistaceae with desert truffles in the genera Terfezia and Tirmania. 2 ndInt. conf. myc. Uppsala.

Alsheikh A.M., Trappe J.M., 1983 a. Desert truffles: The genus Tirmania. Trans. Br. Mycol. Soc., 8 (1): 83-90.

Alsheikh A.M., Trappe J.M., 1983 b. Taxonomy of Phaeangium lefebvrei, a desert truffle eaten by birds. Can.J. Bot., 61(7): 1919-1925.

Al-Thani R.F., 2010.Survey of Macrofungi (including Truffles) in Qatar. KBM J. Biol., 2 (1): 26-29.

Al-Whaibi M.H., 2009.Desert Plants and Mycorrhizae (A mini-review).J. Pure & Appl. Microbiol., 3(2): 1-10.

Ammarellou A., 2007.Protein profile analysis of desert truffle (Terfezia boudieri Chatin). J. Food, Agr. Environ. 5 (2): 62-64.

Ammarellou A., Saremi H., 2008. Mycorrhiza between Kobresia bellardii (All.) Degel and Terfezia boudieri Chatin. Turk. J. Bot., 32: 17-23.

Ammarellou A., Saremi H., Trappe J., 2006. The first report of Terfezia boudieri from Iran.Rostaniha, 7: 157.

Ammarellou A., Saremi H., Gucin F., 2007.Evaluation of morphology, cytology and mycorrhizal relationships of desert truffles (Terfezia boudieri) in Iran. Pak. J. Biol. Sc., 10 (9): 1486-1490.

Ammarellou A., Smith M., Tajick M.A., Trappe J., 2011.The phylogenetic placement of Picoa, with a first report on Picoa lefebvrei (Pat.)Maire (=Phaeangium lefebvrei) from Iran. Int. J. Environ. Res., 5(2): 509-514.

Ammarellou A., Trappe J.M., 2007. A first Ascomycète genus (Picoa sp) record for the fungi flora of Iran. Pak. J. Biol. Sc., 10 (10): 1772.

Ammari Y., Sghaier T., Khaldi A., Garchi S., 2001. Productivité du pin d’Alep en Tunisie: Table de Production. Annales de L’INGREF N° Spécial, pp. 239-246.

Arriagada C., Sampedro I., Garcia-Romera I., Ocampo J., 2009.Improvement of growth of Eucalyptus globulus and soil biological parameters by amendment with sewage sludge and inoculation with arbuscular mycorrhizal and saprobe fungi. Science of the Total Environment 407: 4799-4806.

Antoni T., Margarida T, Jari M., 2004. Growth and yield model for Pinus halepensis Mill .in Catalonia, north-east Spain. Forest Ecology and Management 203, pp.49-62.

Apple M. E., 2010. Aspects of mycorrhizae in desert plants. In: Desert Plants, Eds., Ramawat K.G., Springer-Verlag Berlin Heidelberg, pp. 121-134.

Augé R.M., 2000.Stomatal behavior of arbuscular mycorrhizal plants. In: Arbuscular Mycorrhizas: Physiology and Function, Eds.; Kapulnik Y, Douds D.D., Kluwer Academic Press, pp. 201-237.

Augé R.M., 2004. Arbuscular mycorrhizae and soil/plant water relations. Can. J. Soil Science, 84: 373-381.

Aviram S., Roth-Bejerano N., Kagan-Zur V., 2004. Two ITs forms co-inhabiting a single genet of an isolate of Terfezia boudieri (Ascomycotina), a desert truffle. Anton. Leeuw. Int. J., 85: 169-174.

101 Awameh M.S., 1981.The response of Helianthemum salicifolium and Helianthemum ledifolium to the infection by the desert truffle Terfezia boudieri. Mushroom Science, 11: 843-853.

Awameh M.S., Alsheikh A., 1979 a. Laboratory and field study of four kinds of truffle (kamah), Terfezia and Tirmania species, for cultivation. Mushroom Science, 10: 507-517.

Awameh M.S., Alsheikh A., 1979b. Characteristics and ascospore germination of white kame (Tirmania nivea and T. pinoyi). Ann. Phytopathol., 11: 223-229.

Awameh M.S., Alsheikh A., 1980a. Ascospore germination of black kame (Terfezia boudieri). Mycologia, 72 (1): 50-54.

Awameh M.S., Alsheikh A., 1980 b. Features and analysis of spore germination in the brown kame Terfezia claveryi. Mycologia, 72 (3): 494-499.

Azevedo, N., 1987. Aazinheiraea tubericultura. Braña-Monográfico I. Actas I Congresso de Macromixologia Galaico-Luso: 5-19.

Bâ A.M., Thoen D., 1990. First syntheses of ectomycorrhizas between Afzelia africanaSm.(Caesalpinioideae) and native fungi from West Africa. New Phytol., 103: 441-448.

Baeza A., Hernandez S., Javier Guillen F., MorenoG., Manjon J.L., Pascual R., 2004. Radiocaesium and natural gamma emitters in mushrooms collectedin Spain. The Science of the Total Environment, 318: 59-71.

Barbero M., Loisel R., Quézel P., 1992. Biogeography, ecology and history of Mediterranean Quercus ilex ecosystems. Vegetatio 100 (99): 19-34.

Barea J.M., Palenzuela J., Cornejo P., Sánchez-Castro I., Navarro-Fernández C., Lopéz-García A., Estrada B., Azcón R., Ferrol N., Azcón-Aguilar C., 2011. Ecological and functional roles of mycorrhizas in semi-arid ecosystems of Southeast Spain. J. Arid Environments 75: 1292-1301.

Barker S.J 1., Tagu D., 2000. The roles of auxins and cytokinins in mycorrhizal symbioses. J. Plant Growth Regul., 19:144-154.

Barker S.J, Tagu D., Delp G., 1998. Regulation of root and fungal morphogenesis in mycorrhizal symbioses. Plant Physiol., 116: 1201-1207.

Bawadikji A.H., 2004. La truffe de désert en Syrie: Aspects écologiques et économiques. Premier symposium sur les Champignons Hypogés du Bassin méditerranéen, Rabat, Maroc, p.19.

Bearden B.N., Petersen L., 2000. Influence of arbuscular mycorrhizal fungi on soil structure and aggregate stability of a vertisol. Plant and Soil, 218: 173-183.

Bekçi H., Altinsoy B., Sarikaya S., Onbasili D., Çelik G Y., 2011. Antimicrobial Activity of Some Macrofungi Collected from Kastamonu Province. J.Forest. Faculty, Kastamonu Univ., 11 (2):187-190.

Belkheir B., 1991. Essai de mycorhization de terfez (Tirmania nivea) sur trois espèces céréalières (blé dur, orge et maïs). Mém. Ingén. Agron., ITA, Mostaganem, 70p.

Bellion M., 2006. Caractérisation fonctionnelle de gènes impliqués dans la tolérance au stress métallique chez les champignons ectomycorhiziens par agrotransformation d’Hebeloma cylindrosporum. Thèse Doctorat, Univ. Henri Poincaré, Nancy I, 93p.

Bentouati A., 2006. Croissance, productivité et aménagement des forêts de pin d’Alep (Pinus halepinsis Mill.) du massif de de Ouled Yagoub (Khenchla-Aurès).Thèse Doctorat, Univ. Batna ,115p.

102 Bessah G., 1998. Contribution à l’étude de la symbiose mycorhizienne entre deux espèces de terfez: Terfezia claveryi et Terfezia boudieri avec le pin d’Alep (Pinus halepensis Mill.) dans la région de Djelfa. Thèse Magister, I.N.A, El-Harrach, Alger, 153p.

Bessaih A., 1994. Isolement, Identification et étude de la germination de trois espèces de Terfez d’Algérie. Mém. D.E.S., Univ. Oran, Es-sénia, 57p.

Beyrle H.F., Smith S.E., Peterson R.L., Franco C.M.M., 1995. Colonization of Orchis mono protocorms by a mycorrhizal fungus: e ects of nitrogen nutrition and glyphosate in modifying the responses. Can. J. Bot., 73:1128-1140, ff Björkman E., 1949. The ecological significance of the ectotrophic mycorrhizal association in forest trees.Sven. Bot. Tidskr., 43: 223.

Bissati S., Bradai L., 2009. Les terfez de la région de Oued M’ya-Ouargla. Séminaire international: protection et préservation des écosystèmes sahariens, Ouargla, p. 111.

Blanco E., Casado M.A., Costa M.R.E., Garcia M., Génova M., Gòmez A., Gòmez F., Moreno J.L., Morla C., Regato P., Sainz H., 1997. Los Bosques Ibéricos. Una Interpretaciòn Geobotànica, Planeta, Madrid, p 572.

Bohrer G., Kagan-Zur V., Roth-Bejerano N., Ward D., Beck G, Bonifacio E., 2003. Effects of different Kalahari-desert VA mycorrhizal communities on mineral acquisition and depletion from the soil by host plants. J. Arid Environments, 55: 193-208.

Bokhary H.A., 1987. Desert truffles ”Al-Kamah” of the Kingdom of Saudi Arabia.1. Occurence, identification and distribution. Arab. Gulf. J. Scient. Res., 5: 245-255.

Bokhary H.A., Parvez S., 1988. Desert truffles”Al-Kamah” of the Kingdom of Saudi Arabia.2. Additional contribution. Arab.Gulf. J. Scient. Res., 6: 103-112.

Bokhary H.A., Parvez S., 1993. Chemical composition of desert truffle Terfezia claveryi. J. food Composition and analysis, 6 (3): 285-293.

Bokhary H.A., Parvez S., 1995. Studies on the chemical composition of the ascomycète fungus Phaeangium lefebvrei Pat. J. King Saud Univ., 7; Science (2): 215-224.

Bokhary H.A., Parvez S., Shibl A.M., 1990. Some spoilage microflora of desert truffles “Al-Kamah” of the Kingdom of Saudi Arabia. J. Food Prot., 53: 779-781.

Bokhary H.A., Suleiman A.A.A., Basalah M.O., Parvez S., 1987. Chemical composition of desert truffles from Saudi Arabia. Can. Inst. Food Sci. Technol. J., 20: 336-341.

Bokhary H.A., Suleiman A.A.A., Basalah M.O., 1989. Fatty acid components of the desert truffle “Al-Kamah” of Saudi Arabia. J. Food. Protect., 52: p608.

Bolan N.S., 1991. A critical review on the role of mycorrhizal fungi in the uptake of phosphorus by plants. Plant and Soil, 134: 189-207.

Bouchareb F., 1994. Etude écologique des terfez, cas de la région d’Ain Sefra (Wilaya de Naâma). Mém. Ing. d’Etat. Agron., I.N.F.S.A., Mostaganem, 81p.

Boudy P., 1952. Guide du forestier en Afrique du Nord. Maison Rustique, Paris, 509 p.

Boudy P., 1955. Economie forestière nord africaine. T. IV. Description forestière de l’Algérie et de la Tunisie. Ed. Larose, Paris. 483 pp.

103 Bouguenna S., 2011. Diagnostic écologique, mise en valeur et conservation des pineraies de Pinus halepensis de la région de Djerma (Nord-est du parc national de Belezma, Batna). Mém. Magister, Univ. Batna, 161p.

Bouriquet G., 1970. Les principaux champignons de Madagascar. Terre Malagache, 7: 10-37.

Bouterfa M., 1993. Essai de mycorhization des céréales (orge, blé dur) par une espèce de terfez (Tirmania nivea). Mém. Ing. Agron., I.N.F.S.A., Mostaganem, 68p.

Bouziani N., Bouakka M., Belabed A., El-Houssine T., 2006. Caractérisation biochimique du terfez du Maroc oriental:(I) Isolement et culture in vitro. Cong. Int. Biochimie, Agadir (Maroc), 519-522.

Bouziani N., Bouakka M., Belabed A., El-Houssine T., 2010. Le Terfess au Maroc Oriental: Isolement et culture in vitro. Rev. Microbiol. Ind. San et Environn., 4 (2): 110-120.

Bradai L., 2006. Contribution à l'étude de la bio-écologie de la truffe blanche du désert (Terfezia Sp) cas de la région de oued M'ya (ouargla), Mém. Magister, Univ. Ouargla, 94p.

Bradshaw B.P., 2005. Physiological aspects of Coryllus avellana associated with the fresh black truffle fungus Tuber melanosporum and the consequence for commercial production of black truffles in Western Australia. Thesis Ph D., Univ. Perth, Western Australia, pp.1-6.

Bratek Z., Jakucs E., Boka K., 1996. Mycorrhizae between black locust (Robinia pseudoacacia) and Terfezia terfezoïdes. Mycorrhiza, 6: 271-274.

Bratek Z.,Vörös I., Takács T., Parádi I., Rudnóy S., Halász K., 2002. Advantages of application of mycorrhizated plants in environment-friendly agriculture and forestations.VII. Magyar Növényélettani Kongresszus, Szeged 2002. június 24-27. Acta Biologica Szegediensis, 46(3-4): 187-188.

Braun-Lullemann A., Huttermann A., Majcherczyk A., 1999. Screening of ectomycorrhizal fungi for degradation of polycyclic aromatic hydrocarbons. Appl. Microbiol. Biotechnol., 53: 127-132.

Brochiero F., Chandioux O., Ripert C., Vennetier M., 1999. Autécologie et croissance du pin d’Alep en Provence calcaire.Forêt méditerranéenne, 20(2): 215-224.

Brundrett M.C., 2002. Coevolution of roots and mycorrhizas of land plants.New Phytol.,154 (2): 275-304.

Brundrett M.C., 2009. Mycorrhizas in Natural Ecosystems. Adv. Ecol. Research., 21: 171-313.

Brundrett M.C., Bougher N.D.B., Malajczuk N., 1996. Working with mycorrhizas in forestry and agriculture.ACIAR Monograph 32. Canberra, Australia. Austr. Center Int. Agr. Res., 374p.

Brundrett M.C., Piché Y., Peterson R.L., 1984. A new method for observing the morphology of vesicular-arbuscular mycorrhizae. Can. J. Bot., 62: 2128-2134.

Brundrett M.C., 2004.Diversity and classification of mycorrhizal associations.Biol.Rev.,79: 473-495.

Burkhill I.H., 1935. A dictionary of the economic products of the Malay Peninsula.London, Crown Agents for the Colonies.

Brundrett M.C., 2004.Diversity and classification of mycorrhizal associations.Biol Rev.,79:473-495.

Bucher M., 2006. Functional biology of plant phosphate uptake at root and mycorrhiza interfaces. New Phytol., 173: 11-26.

104 Calamassi R., Falusi M., Tocci A., 1984. Effet de la température et de la stratification sur la germination des semences de Pinus halepensis Mill. Silvae genetica, 33 (4-5): 133-139.

Callot G., 1999. La truffe, la terre, la vie. Ed. INRA., Paris, 209 p.

Calonge F.D., Rocabruna A., Tabarés M., Rodriques N.B., 1985. Nuevos datos sobre los hongos hipogenos de Espana. II. Generos Balsamia, Delastria y Genea, novedades para el cataogo Espanol. Butll. Soc. Catalana Mico I., Barcelona, 9: 57-64.

Castellano M.A., Bougher N.L., 1994. Consideration of taxonomy and biodiversity of Australian ectomycorrhizal fungi. Plant and Soil, 159:37-46.

Castellano M.A., Turkoglu A., 2012. New records of truffle taxa in Tuber and Terfezia from Turkey. Turk. J. Bot., 36: 295-298.

Castro-Dıez P., Montserrat-Marti G., 1998. Phenological pattern of fifteen Mediterranean phanaerophytes from Quercus ilex communities of NE Spain. Plant Ecol., 139:103-112.

Cairney J.W.G., Chambers S.M., 1997. Interactions between Pisolithus tinctorius and its hosts: a review of current knowledge. Mycorrhiza, 7: 117-131.

Chafi M.E.H., Fortas Z., Bensoltane A., 2004. Bioclimatic survey of the terfez zones of the South West of Algeria and an essay of the inoculation of Pinus halepensis Mill. With Tirmania pinoyi. Egypt. J. Appl. Sci., 19 (3): 88-100.

Chakroun M. L., 1986. Le pin d’Alep en Tunisie. Options Méditerranéennes. Série Etude CIHEAM, 86 (1): 25-27.

Chang S. T., Hayes W. A., 1978. The Biology and Cultivation of Edible Mushrooms. New York: Academic, p. 819.

Charest C., Dalpé Y., Brown A., 1993. The vesicular-arbuscular mycorrhizae and chilling on two hybrids of Zea mays L. Mycorrhizae, 4: 89-92.

Chatin A., 1892 a. La truffe. Ed. J.B. Baillere et Fils, Paris, 372p.

Chatin A., 1892 b. Nouvelle contribution à l’histoire de la truffe: Tirmania cambonii; Terfas du sud algérien. Bull. Soc. Bot., France, 39: 275-278.

Chaussod R., Nouaïm R., Breuil M.C., Boukcim H., 1993. Effets du stress hydrique sur les populations microbiennes d’un sol d’arganeraie (sud-ouest marocain). Dans: Congrès Société Française de Phytopathologie, Dijon. 6p.

Chellal A., 1995. Terfezia boudieri et Tirmania pinoyi: Composition chimique et effet des traitements thermiques, pouvoir antibiotique. Mém. Magister, Univ. Ferhat Abbas, Sétif, 109p.

Chellal A., Lukasova E., 1995. Evidence for antibiotics in the two Algerian truffles Terfezia and Tirmania. Pharmazie, 50 (3): 228-229.

Chen T.L., Brundrett M.C., Dell B., 2000. Effects of ectomycorrhizas and vesicular-arbuscular mycorrhizas, alone or in competition, on root colonisation and growth of Eucalyptus globulus and E. urophylla.New Phytol., 146: 545-556.

Chevalier G., 1972. Obtention de cultures de mycélium de truffe à partir du carpophore et des mycorhizes. C.R. Acad. Agri. Fr., 58 : 981-989.

105 Chevalier G., 1996. Le chêne blanc et le chêne vert, essences truffières par excellence. Forêt méditerranéenne, 17(3): 235-242.

Chevalier G., Detolle M., 1984. Obtention de bolets de pin (Suillus collinitus)(Fr.) O. Kuntze, en pot, sur plantules de pin d’Alep mycorhizées artificiellement en conditions contrôlées. Agronomie, 4, p. 211.

Chevalier G., Riousset L., Dexheimer J., Dupre C., 1984. Synthèse mycorhizienne entre Terfezia leptoderma Tul et diverses Cistacées. Agronomie, 4 : 210-211.

Chevalier G., Riousset L., Riousset G., Dupre C., 2004. Truffes et terfez communes à la France et au Maroc. Premier symposium sur les champignons hypogés du Bassin méditerranéen, Rabat, p. 23.

Comandini O., Contu M., Rinaldi A.C., 2006. An overview of Cistus ectomycorhizal fungi. Mycorrhiza, 16: 381-395.

Cooper K.M., Tinker P.B., 1978. Translocation and transfer of nutrients in vesicular-arbuscular mycorrhizas. II - Uptake and translocation of phosphorus, zinc and sulphur. New Phytol., 81: 43-52.

Corcuera L., Camarero J.J., Gil-Pelegrín E., 2004. E ects of severe drought on Quercus ilex radial growth and xylem anatomy.Trees, 18:83-92. ff Corcuera L., Morales F., Abadia A., Gil-Pelegrin E., 2005. Seasonal changes in photosynthesis and photoprotection in a Quercus ilex subsp. ballota woodland located in its upper altitudinal extreme in the Iberian Peninsula. Tree Physiol., 25:599-608.

Corrêa A., Strasser R.J., Martins-Loução M.A., 2006. Are mycorrhiza always beneficial?. Plant Soil, 279:65-73.

Dabbour I.R., Takruri H.R., 2002a. Protein digestibility using corrected amino acid score method (PDCAAS) of four types of mushrooms grown in Jordan. Plant Foods Hum. Nutr., 57 (1): 13-24.

Dabbour I.R., Takruri H.R., 2002b. Protein quality of four types of edible mushrooms found in Jordan. Plant Food. Hum. Nutr. 57: 1-11.

Daneshpazhuh B., 1991. Two new records of hypogeous Ascomycetes (truffles) for Iran. Proc. 10th Plant Protec. Cong. Kerman, Iran, p. 123.

Dalpé Y., 1997. Biodiversité des champignons mycorhiziens. Centre de recherches de l’est sur les céréales et les oléagineux (CRECO), Ottawa, Ontario, Canada, KIA 0C6. 13p.

Dalpé Y., 2006. Mycorhizes et bénéfices marginaux. Québec vert, pp. 8-9.

Davis E.A., Young, J.L., 1985. Endomycorhizal colonisation of glass-house grown wheat as influenced by fertilizer salts when banded or soil mixed. Can. J. Bot. ,63: 1196-1203.

Dechamplain N., Gosselin L., 2002. Les champignons mycorhiziens. PISTES, Université Laval, 12p.

Dehne H.W., 1982. Interaction between vesicular-arbuscular mycorrhizal fungi and plant pathogens. Am. Phytopathol. Soc., 72 (8): 1115-1118.

Dell’Amico J., Torrecillas A., Rodríguez P., Morte A., Sánchez-Blanco M.J., 2002. Responses of tomato plants associated with the arbuscular mycorrhizal fungus Glomus clarum during drought and recovery. J. Agr. Sci., 138:387-393.

106 Dennouni N., 1996. Mise en évidence des activités antibactériennes et antifongiques chez deux espèces de terfez d’Algérie (Tirmania nivea et Tirmania pinoyi). Mém. Magister, Univ. Aboubakr Belkaid, Tlemcen, 112p.

Deram A., Languereau-Leman F., Howsam M., Petit D., Van Haluwyn C., 2008. Seasonal patterns of cadmium accumulation in Arrhenatherum elatius (Poaceae): Influence of mycorrhizal and endophytic fungal colonization. Soil Biol. Bioch., 40: 845-848.

De Roman M., Boa E., 2004. Collection, marketing and cultivation of edible fungi in Spain.Micologia Aplicada International, 16(2):15-23.

Dexheimer J., Gerardo., Leduc JP., Chevalier G., 1985. Etude ultrastructurale comparée des associations symbiotiques mycorhiziennes Helianthemum salicifolium – Terfezia claveryi et Helianthemum salicifolium – Terfezia leptoderma. Can. J. Bot., 63: 582-591.

Diamandis S., Perlerou C., 2008. Recent records of hypogeous fungi in Greece. Acta Mycologica, 43(2):139-142.

Diamandis S., Perlerou C., Christopoulos V., 2011. Hypogeous fungi and perspectives for truffle cultivation in Greece.XVI Congress of European Mycologists, Greece, pp 160-161.

Dib S., 2002. Recherche des conditions optimales de la croissance mycélienne de deux espèces de Terfez d’Algérie et essai de mycorhization avec le pin d’Alep en conditions axéniques. Mém. Magister, Univ. Oran, Es-sénia, 78p.

Dib-Bellahouel S., 2012. Etude du pouvoir antimicrobien et mycorhizien de deux espèces de terfez: Tirmania pinoyi (Maire) Malençon et Terfezia leptoderma Tul. Thèse Doctorat, Univ. Oran, 223 p.

Dib-Bellahouel S., Fortas Z., 2011. Antibacterial activity of various fractions of ethyl acetate extract from the desert truffle, Tirmania pinoyi, preliminarily analyzed by gas chromatography-mass spectrometry (GC-MS). Afr. J. Biot., 47 (10): 9694-9699.

Diez J., Manjon J.L., Martin F., 2002. Molecular phylogeny of the mycorrhizal desert truffles (Terfezia and Tirmania) host specificity and edaphic tolerance. Mycologia, 94 (2): 247-259.

Diop T.A., Wade T.K., Diallo A., Diouf M., Gueye M., 2003. Solanum cultivar responses to arbuscular mycorrhizal fungi: growth and mineral status. Afr. J. Biot., 11 (2), 429-443.

Ditengou FA., Béguiristain T., Lapeyrie F., 2000. Root hair elongation is inhibited by hypaphorine, the indole alkaloid from the ectomycorrhizal fungus Pisolithus tinctorius, and restored by indole-3- acetic acid. Planta, 211: 722-728.

Dittmann J., Heyser W., Bucking H., 2002. Biodegradation of aromatic compounds by white rot and ectomycorrhizal fungal species and the accumulation of chlorinated benzoic acid in ectomycorrhizal pine seedlings. Chemosphere 49: 297-306.

Djigal D., 2003. Interactions entre la communauté microbienne du sol (bactéries et champignons mycorhiziens) et les nématodes bactérivores: effet sur la nutrition minérale et la croissance de différentes plantes. Thèse Doctorat 3ème cycle, Univ. Cheik Anta Diop, Dakar (Sénégal), 166p.

Donadini J.C., 1983. Le genre Peziza L. per Saint Amans (V) : sous-genres Plicaria (Fuckel) Donadini et Scabropezia (Dissing et Pfister) nov. stat. Doc. Mycol., 49: 1-7.

Duan X., Neuman D.S., Reiber J.M., Green C.D., Saxton A.M., Augé R.M., 1996. Mycorrhizal influence on hydraulic and hormonal factors involved in the control of stomatal conductance during drought. J. Exp. Bot., 47: 1541-1550. 107 Duchesne L.C., Peterson R.L., Eillis B.E., 1988a. Interaction between the ectomycorrhizal fungus Paxillus involutus and Pinus resinosa induces resistance to Fusarium oxysporum. Can.J. Bot. 66: 558- 562.

Duchesne L.C., Peterson R.L., Ellis B.E., 1988b. Pine root exudate stimulates antibiotic synthesis by the ectomycorrhizal fungus Paxillus involutus. New Phytol., 108: 471-476.

Ducousso M., Colonna J.P., Badji S., Thoen D., 1991. Influence de l’azote et du phosphore sur l’établissement de la symbiose quadripartite: Acacia holosericea/ Bradyrhizobium sp/ Glomus mosseae/ Pisolithus sp. in: Physiologie des Arbres et Arbustes en zones arides et semi-arides. Groupes d’Etude de l’Arbre. Paris, France, pp. 1-14.

Duhoux E., Nichole M., 2004. Biologie végétale. Association et interaction chez les plantes. Ed. Dunod, Paris, 166p.

Dumas-Gaudot E., Golotte A., Cordier C., Gianinazzi S., Gianinazzi-Pearson V., 2000. Modulation of host defense systems. In: Arbuscular mycorrhiza: physiology and function, Ed., Y Kapulnick and DD Douds Jr. Kluer Academic Press, 173-200.

Dundar A., YesilO. F., Acay H., Okumus V., Ozdemir S., Yildiz A., 2012. Antioxidant properties, chemical composition and nutritional value of Terfezia boudieri Chatin. Turk. Food Sci.Technol. Int., 18(4):317-328.

Duponnois R., Cadet P., 1994. Interactions of Meloidogyne javanica and Glomus sp., on growth and N2 fixation of Acacia seyal. Afro-Asian J., Nematology, 4: 228-233.

Durrieu G., 1993. Ecologie des champignons. Ed. Masson, Paris, 207p.

Echairi A., Nouaim R., Chaussod R., 2008. Intérêt de la mycorhization contrôlée pour la production de plants d’arganier (Argania spinosa) en conditions de pépinière. Sécheresse, 19 (4): 277-81.

Egli S., Brunner I., 2002. Les mycorhizes: Une fascinante biocénose en forêt. Not. Prat., 35 : 1-8.

Eissenstat D.M., Yanai R.D., 1997. The Ecology of Root Lifespan. Adv. Ecol. Res., 27: 1-60.

El-Khateeb M.A., El-Leithy A.S., Aljemaa B.A., 2011. Effect of mycorrhizal fungi inoculation and humic acid on vegetative growth and chemical composition of Acacia saligna Labill.seedlings under different irrigation intervals. J. Hort. Sc., Ornamental Plants, 3 (3): 283-289.

Elsen A., Declerck S., De Waele D., 2002. Effet de trois champignons mycorhiziens arbusculaires sur l’infection du bananier par le nématode à galle des racines (Meloidogyne sp.). Infomusa, 11(1): 21-23.

Eriksson O., Jakobsson A., 1999. Recruitment trade-offs and the evolution of dispersal mechanisms in plants. Evol. Ecol., 13: 411-423.

Ewaze J.O., Al-Naama M.M., 1989. Studies on nitrogen metabolism of Terfezia spp. and Tirmania spp. New Phytol., 112: 419-422.

Ezawa T., Smith S.E., Smith F.A., 2002. P metabolism and transport in AM fungi. Plant Soil, 224: 221-230.

Fady B., Semerci H., Vendramin G., 2003. EUFORGEN Technical Guidelines for genetic conservation and use for Aleppo pine (Pinus halepensis) and Brutia pine (Pinus brutia). International Plant Genetic Resources Institute, Rome (Italy), 6p.

108 Fakiri A., Seddiki R., 2003. Contribution à l’étude des activités antibactériennes et antifongiques de deux espèces de terfez : Terfezia claveryi et Tirmania pinoyi. Mém. D.E.S., Univ. Abou-Bekr Belkaïd, Tlemcen, 52p.

FAO., 2006. Champignons sauvages comestibles: Vue d’ensemble sur leurs utilisations et leur importance pour les populations, 170p.

Feeney J., 2003. Desert truffles galor. Mycol.soc. San Francisco, 54 (9):1-8.

Fellner R., Biber J., 1989. Helianthemum and some Agaricales: Unusual case of ectomycorrhizal symbiosis. Agriculture, Ecosystems and Environment, 28: 121-125.

Felten J., Kohler A., Morin E., Bhalerao R.P., Palme K., Martin F., Ditengou F.A., Legué V., 2009. The ectomycorrhizal fungus Laccaria bicolor stimulates lateral root formation in poplar and Arabidopsis through auxin transport and signaling. Plant Physiol., 151:1991-2005.

Ferdman Y., Aviram S., Roth-Bejerano N., Trappe J.M., Kagan-Zur V., 2005. Phylogenetic studies of Terfezia pfeilii and Choiromyces echinulatus (Pezizales) support new genera for Southern African truffles: Kalaharituber and Eremiomyces. Mycol. Res., 109 (2): 237-245.

Ferdman Y., Sitrit Y., Li Y.F., Roth-Bejerano N., Kagan-Zur V., 2009. Cryptic species in the Terfezia boudieri complex. Antonie Van Leeuwenhoek, 95 (4): 351-362.

Figueroa V., Morte A., Andrino A., Lopez-Cano I., Honrubia M., 2011. Transformation of root of Cistus albidus, Cistus ladanifer and Helianthemum almeriense and in vitro mycorrhization with mycelum of Tuber melanosporum and Terfezia claveryi.VIème Workshop International sur les Champignons Mycorhiziens Comestibles, Rabat, Maroc, pp. 49-50.

Fontana A., Giovannetti G., Scannerini S., 1982. Devenir de la mycorhization acquise en pépinière après passage en forêt de Abies alba Mill. In: Les mycorhizes: biologie et utilisation, INRA Publications, 13: 323-327.

Fortas Z., 1980. Contribution à l’étude physiologique du Terfes Terfezia leonis Tul. Thèse Doctorat 3ème cycle, Univ. Oran, Es-Sénia, 61p.

Fortas Z., 1990. Etude de trois espèces de terfez: caractères culturaux et cytologie du mycélium isolé et associé à Helianthemum guttatum. Thèse Doctorat d’Etat, Univ. Oran Es-sénia (Algérie), INRA de Clermont-Ferrand (France), 166p.

Fortas Z., 2004. Ecologie et production naturelle des terfez d’Algérie. Premier symposium sur les Champignons Hypogés du Bassin méditerranéen, Rabat (Maroc), pp. 24-25.

Fortas Z., 2009. Diversité des espèces de terfez (truffes des sables) des zones arides algériennes. Séminaire international: Protection et préservation des écosystèmes sahariens « Ouargla », p. 51.

Fortas Z., Chevalier G., 1988. Effet des conditions de culture sur la mycorhization d’Helianthemum guttatum par trois espèces du genre Terfezia et Tirmania (truffes du désert). 2 ème Congresso Internazionale Sul. Tartufo, Spoleto, Italy, pp. 197-203.

Fortas Z., Chevalier G., 1992 a. Caractéristiques de la germination des ascospores de Terfezia arenaria (Moris) Trappe, récoltée en Algérie. Cryptogamie Mycol., 13: 21-29.

Fortas Z., Chevalier G., 1992 b. Effet des conditions de culture sur la mycorhization de l’Helianthemum guttatum par trois espèces de terfez des genres Terfezia et Tirmania d’Algérie. Can. J. Bot., 70: 2453-2460.

109 Fortas Z., Dib-Belahouel S., 2007. Extraction des substances bioactives des terfez d’Algérie et mise en évidence de leur activité antimicrobienne. R Rég Arid 1:280-282.

Fortin J.A., Plenchette C., Piché Y., 2008. Les mycorhizes. La nouvelle révolution verte. Eds. MultiMondes et Quae, Québec, Versailles, 131p.

Founoune H., 2001. La symbiose ectomycorhizienne des acacias australiens en Afrique de l’Ouest : impact sur le développement de la plante hôte et sur le biofonctionnement du sol. Thèse Doctorat. Univ. Moulay Ismaïl, Maroc, 186p.

Founoune H., Duponnois R., Bâ A.M., El Bouami F., 2001. Influence of the dual arbuscular endomycorrhizal / ectomycorrhizal symbiosis on the growth of Acacia holosericea (A. Cunn. ex G. Don) in glasshouse conditions. Ann. Forest Sc., 59: 93-98.

Francelet A., 1970. Stimulation de l’ouverture des cônes de pins. Institut National de Recherches forestières Tunisien, Note technique 13: 2-3.

Francis A. A., Bougher N. L., 2002. Historical and current of Australian cortinarioid sequestrate (truffle-like) fungi. Australian Mycologist, 21: 81-93.

Frank A.B., 1885. Uber di auf werzelsymbiose beruhende Ernahrung gewisser Baume durch unterirdischeplize.Ber.Dtsch. Bot. Ges. 3: 128-145.

Frank A.B., 1894. Die Bedeutung der Mykorrhiza-pilze Für die gemeine Kiefer. Forst- wissenschaftliches Centralblatt, 16: 185-190.

Frey K P., Pierrat J.C., Garbaye J., 1997. Location and survival of mycorrhiza helper Pseudomonas fluorescens during establishment of ectomycorrhizal symbiosis between Laccaria bicolor and Douglas fir. Appl. Envir. Microbiol., 63 (1): 139-144.

Futai K., Taniguchi T., Kataoka R., 2008. Ectomycorrhizae and their importance in forests ecosystems.Mycorrhizae: Sustainable Agriculture and Forestry, 241-285.

Garbaye J., 1983. Premiers résultats de recherches sur la compétitivité des champignons ectomycorhiziens. Plant Soil, 7l: 303-308.

García A.N., Árias S.P.B., Morte A., Sánchez-Blanco M.J., 2011.Effects of nursery preconditioning through mycorrhizal inoculation and drought in Arbutus unedo L. plants. Mycorrhiza, 21:53-64.

Garcia-Montero L.G., Massimo G. Di, Manjon J.L., Garcia-Abril A., 2008. New data on ectomycorrhizae and soils of the Chinese truffles Tuber pseudoexcavatum and Tuber indicum, and their impact on truffle cultivation.Mycorrhiza, 19: 7-14.

Gautier M.; 1987. La culture fruitière, Vol. 1 l'arbre fruitier. Technique et Documentation.Ed. J-B Ballière, Lavoisier, Paris, 492p.

Gay G., 1978. Influence de trois champignons ectomycorhiziens, Hebeloma sarcophyllum Peck., Hebeloma hiemale Bresadela et Suillus bellimii (INZ) Marchaud, sur la croissance, le développement et la nutrition de jeunes plantules de Pinus halepensis Mill. Thèse Doctorat 3ème cycle, Univ.Lyon, pp. 22-27.

Gay G., Normand L., Marmeisse R., Sotta B., Debaud J.C., 1994. Auxin over producer mutants of Hebeloma cylindrosporumRomagnesi have increased mycorrhizal activity. New Phytol. 128: 645-657.

110 Genney D.R., Alexander I.J., Killham K., Meharg. A.A., 2004. Degradation of the polycyclic aromatic hydrocarbon (PAH) fluorene is retarded in a Scots pine ectomycorrhizosphere. New Phytol., 163:641-649.

George E., 2000. Nutrient uptake. In: Arbuscular mycorrhizas: physiology and function, Ed. Y Kapulnick et D.D Douds Jr. Kluwer Academic Press, pp. 307-344.

Gerdemann J.W., 1975. Vesicular-arbuscular mycorrhizae.In: The development and Function of Roots. Eds., Torrey J.G.; Clarkson D.T., Academic Press, New York and London, pp. 575-591.

Gógán, A. Dimény, J., Bujáki, G., 2004. Truffle cultivation – a way of sustainable agriculture and land use. Bulletin of the International Symposium Prospects for the 3rd Millennium Agriculture” Cluj- Napoca, pp. 150-153.

Gouzi H., Belyagoubi L., Abdelali K. N., Khelifi A., 2011. In vitro antibacterial activities of aqueous extracts from Algerian desert truffles (Terfezia and Tirmania, Ascomycetes) against Pseudomonas aeruginosa and Staphylococcus aureus. Int. J. Medicinal Mushrooms, 13(6):553-561.

Gratani L., 1996. Leaf and shoot growth dynamics of Quercus ilex L. Acta Oecol., 17:17-27.

Gratani L., 2000. Leaf temperature effects on gas exchange in Quercus ilex L. growing under field conditions. Plant Biosyst., 134:19-24.

Gratani L., Varone L., Catoni R., 2008. Relationship between net photosynthesis and leaf respiration in Mediterranean evergreen species. Photosynthetica. 46 (4):567-573.

Gücin F., Dulger B., 1997. Yenen ve antimikrobiyal aktiviteleri olan keme mantari (=Terfezia boudieri Chatin) Uzerinde Arastimalar. Nisan-Mayis-Haziran, 23: 27-33.

Gücin F., Kaya A., Soylu M.K., Uzun Y., 2010. Picoa Vittad., a new truffle genus record for Turkey. Biological Diversity and Conservation, 3 (3): 23-25.

Gulick C.B., 1927. The Deipnosophistae of Athenaeus. Loeb Classical Library, London, Heinemann; Cambridge, Mass, Harvard University Press. Vol. 7.

Guissou T., Bâ A.M., Plenchette C., Guinko S., Duponnois R., 2001. Effets des mycorhizes à arbuscules sur la tolérance à un stress hydrique de quatre arbres fruitiers: BaIunites aegyptiaca (L.)Del., Purkiu biglobosa (Jacq.) Benth., Tumurindus indicu L et Zizyphus mauritianu Lam. Sécheresse 12 (02): 121-127.

Gutierrez A., Honrubia M., Morte A., Diaz G., 1995. Edible fungi adapted to arid and semi-arid areas. Molecular characterization and in vitro mycorrhization of micropropagated plantlets. Cah. Options Mediterr., 20: 139-144.

Gutierrez, A., Morte, A., M. Honrubia. 2003. Morphological characterization of the mycorrhiza formed by Helianthemum almeriense Pau with Terfezia claveryi Chatin and Picoa lefebvrei (Pat.) Maire. Mycorrhiza, 13(6): 299-307.

Guzman B., Vargas P., 2009. Long-distance colonisation of the western mediterranean by Cistus ladanifer (Cistaceae) despite the absence of special dispersal mechanisms. J. Biogeogr., 36: 954-968.

Haffane M., 1982. Contribution à l’étude du comportement de Pinus halepensis dans les reboisements de Zoumi Mokrissat. Mémoire 3 cycle, I.A.V. Hassan II, Rabat.

Haichour R., 2009. Stress thermique et limite écologique du Chêne vert en Algérie.Mém. Magister, Univ. Mentouri, Algérie, 180p.

111 Hall I.R., Brown G., Byars J., 2001. The black truffle: its history, uses and cultivation, 2nd edn. New Zealand Ministry of Agriculture and Fisheries, New Zealand, 107 p.

Hall I.R., Brown G., Zambonelli A., 2008. Taming the truffle: the history, Lore and Science of the Ultimate Mushroom. Ed.Timber Press, Oregon U.S.A., 304 p.

Hamza A., Hamrouni L., Hanana M., Hamza F., Maher G., Neffati M., 2012. In vitro Micropropagation of Helianthemum lippii L.var Sessiliforuim (Cistaceae): A Valuable Pastoral Plant. Middle-East J. Scientific Res., 11 (5): 652-655.

Hansen K., Lo-Buglio K.F., Pfister D.H., 2005. Evolutionary relationships of the cup-fungus genus Peziza and Pezizaceae inferred from multiple nuclear genes: RPB2, beta-tubulin and Lsu rDNA. Mol. Phylogenet. Evol., 36: 1-23.

Harley JL, Smith SE. 1983. Mycorrhizal symbiosis. Academic Press, London UK., pp. 299-316.

Hashem A.R., Al-Obaid A.M., 1996. Mineral composition of soil and wild desert truffles in Saudi Arabia. J. King Saud Univ., 8 (1): 5-10.

Hatch A.B.,1937.The physical basis of mycotrophy in the genus Pinus.Black Rock For.Bull.,6: 1-168.

He X.H., Critchley C., Bledsoe C., 2003. Nitrogen transfer within and between plants through common mycorrhizal networks (CMNs). Crit. Rev. Plant Sci,. 22: 531-567.

Healy R.A., 2003. Mattirolomyces tiffanyae, a new truffle from Iowa, with ultrastructural evidence for its classification in the pezizaceae. Mycologia, 95 (4): 765-772.

Herrmann S., Buscot F., 2008. Why and how using micropropagated trees rather than germinations for controlled synthesis of ectomycorrhizal associations?. Mycorrhiza, 439-465.

Hifnawy M.S., Azzam S.M., Soliman S.N., Shaheed I.B., Abdel latif S.M., 2001. Egyptian desert truffles, androgenic natural product, possibility of abusing in sport. In: Recent advances in doping analysis, Eds., W Schànzer, H Geyer, A Gotzmann, U Mareck-Engelke, Sport und buch straub, koln, pp. 299-303.

Ho I., Trappe J.M., 1973. Translocation of 14C from Festuca plantsto their endomycorrhizal fungi. Nature, 244: 30-31.

Honrubia M., Cano A., Molina-Ninirola C., 1992. Hypogeous fungi from Southern Spanish semi- arid lands. Personia, 14: 647-653.

Hussain G., Al- Ruqaie I.M., 1999. Occurrence, chemical composition and nutritional value of truffles: An overview. Pak. J. Biol. Sci., 2 (2): 510-514.

Jacob C., 2001. Etude des interactions entre métaux lourds et champignons ectomycorhiziens: mise en évidence de gènes impliqués dans la réponse au cadmium de Paxillus involutus. Thèse Doctorat, Univ. Henri Poincaré, Nancy l, 252p.

Jamali S., Banihashemi Z., 2012 a. Fungi associated with ascocarps of desert truffles from different parts of Iran. J. Crop Prot., 1 (1): 41-47. Jamali S., Banihashemi Z., 2012 b. Hosts and distribution of desert truffles in Iran, based on morphological and molecular Criteria. J. Agr. Sci. Tech., 14: 1379-1396.

Janakat S., Al-Fakhiri S., Sallal A.K., 2004. A promising peptide antibiotic from Terfezia claveryi aqueous extract against Staphylococcus aureusin vitro. Phytotherapy research, 18: 810-813.

112 Janakat S.M., Al-Fakhiri S.M., Sallal A.K.J., 2005. Evaluation of antibacterial activity of aqueous and methanolic extracts of the truffle Terfezia claveryi against Pseudomonas aeruginosa. Saudi Med. J., 26: 952-955.

Janakat S., Nassar M., 2010. Hepatoprotective Activity of Desert Truffle (Terfezia claveryi) in comparison with the Effect of Nigella sativa in the Rat. Pak. J. Nutrit., 9 (1): 52-56.

Janex-Favre M.C., Parguey-Leduc A., Riousset L., 1988. L’ascocarpe hypogé d’une terfez française (Terfezia leptoderma Tul., Tubérales, Discomycètes). Bull. Soc. Mycol. Fr., 104: 145-178.

Jany J.L., 2002. Le champignon ectomycorhizien Cenococcum geophilum Fr. dans les hêtraies lorraines: structure génétique des populations et rôle dans la résistance à la sécheresse des racines superficielles du hêtre. Thèse Doctorat 3ème cycle, Univ. Henri Poincaré, Nancy-I, 183p.

Kadik B., 1987. Contribution à l’étude du pin d’Alep (Pinus halepensisMill.) En Algérie: Ecologie, dendrométrie, morphologie. Ed. OPU. Alger., 581p.

Kagan-Zur V., 1998. Terfezias, a family of mycorrhizal edible mushrooms for arid zones.2nd International Conf. on Mycorrhiza (ICOM 2), Uppsala (Sweden).

Kagan-Zur V., 2001. Terfezias, a family of mycorrhizal edible mushrooms for arid zones.In combating desertification with plants. Plenum, New York, pp. 45-54.

Kagan-Zur V., Kuang J., Tabak S., Taylor F.W., Roth-Bejerano N., 1999.Potential verification of a host plant for the desert truffle Terfezia pfeillii by molecular methods. Mycol. Res.,103(10): 1270- 1274.

Kagan-Zur V., Livne D., Roth-Bejerano N., 1988. Helianthemum-Terfezia Interaction in early development stages. Phytoparasitica, 16 (2): 187.

Kagan-Zur V., Roth-Bejerano N., 2006. Co-cultivation of a Kalahari desert truffle and watermelon for commercial purposes. Project Univ. Negev, pp. 1-10.

Kagan-Zur V., Roth-Bejerano N., 2008 a. Unresolved Problems in the Life Cycle of Truffles. Open. Mycol. J., 2: 86-88.

Kagan-Zur V., Roth-Bejerano N., 2008 b. Desert truffles. Fungi, 1(3):32-37.

Kagan-Zur V., Zaretsky M., Sitrit Y., Roth-Bejerano N., 2008. Hypogeous pezizaceae: physiology and molecular genetics. Ed. A.Varma, Mycorrhiza, Springer-Verlag, Berlin, Heidelberg, pp. 161-183.

Kagan-Zur V., Roth-Bejerano N., Sitrit Y., Ferdman Y., 2009. Cryptic species in the Terfezia boudieri complex.First conference on the “European” truffle Tuber aestivum / uncinatum, Vienna (Italy), 11p.

Kagan-Zur V., Taylor F., Thamage D., Roth-Bejerano N., 1995. Cultivation of Terfezia pfeilii, the Kalahari desert truffle.Annual Report, The Institutes for Applied Research Ben-Gurion.Univ.Negev, 16p.

Kagan-Zur V., Zaretsky M., Sitrit Y., Roth-Bejerano N., 2008. Hypogeous pezizaceae: physiology and molecular genetics. Ed. A. Varma, Mycorrhiza, Springer-Verlag, Berlin, Heidelberg, 161-183.

Kaounas V., Assyov B., Alvarado P., 2011. New data on hypogeous fungi from Greece with special reference to Wakefi eldia macrospora (Hymenogastraceae, Agaricales) and Geopora clausa (Pyronemataceae, Pezizales). Mycologia Balcanica, 8: 105-113.

113 Karabaghli C., Sotta B., Gay G., 1997. Hormones fongiques: ectomycorhizes et rhizogénèse.Rev. For. Fr., 99-109.

Khabar L., 2002. Etudes pluridisciplinaires des truffes du Maroc et perspectives pour l’amélioration de production des « Terfess » de la forêt de la Mamora.Thèse Doctorat d’Etat, Univ. Mohamed V– Agdal, Rabat (Maroc), 167p.

Khabar, L. et Amrani, N., 2004. Truffes du désert du Maroc: Etat actuel des recherches. Actes du 1er Symposium sur les Champignons Hypogés du Bassin Méditerranéen, Rabat, Maroc, pp. 115-124.

Khabar L., Amrani N., Guennoun N., Alaoui K.M.C., Akkif M., Hallaq H., 2011. Terfess du Maroc: Identification et répartition géographique. VIèmeWorkshop International sur les Champignons Mycorhiziens Comestibles, Rabat, Maroc, p. 62.

Khabar L., Najim L., 2004. Truffes du désert du Maroc : état des recherches. 1er Symposium sur les Champignons Hypogés du Bassin Méditerranéen, Rabat (Maroc), p. 38.

Khabar L., Najim L., Janex-Favre M.C., Parguey-Leduc A., 2001. Contribution à l’étude de la flore mycologique du Maroc : Les truffes marocaines, (Discomyètes). Bull.Soc. Mycol. Fr., 117 (3): 213-229.

Khalil S., Loynachan T.E., Tabatabai M.A., 1994. Mycorrhizal dependency and nutrient uptake by improved and unimproved corn and soybean cultivars.Agr. J., 86: 949-958.

Kiraly I., Bratek Z., 1992. Terfezia terfezoïdes, a common truffle in Hungary. Mycol.Veg.Med.,7 (1): 43-45.

Kirk P.M., Cannon P.F., David J.C., Stalpers J.A., 2001. Ainsworth and Bisby's dictionary of the fungi: 9th edition,Wallingford, UK. CAB International, 655p.

Koide R.T., 2000. Mycorrhizal symbiosis and plant reproduction. In: Arbuscular mycorrhiza: physiology and function, Eds.; Kapulnick Y., Douds D.D.,Kluer Jr.,Academic Press, pp. 19-46.

Kope H.H., Tsantrizos Y.S., Fortin J.A., Ogilvie K.K., 1991. p-Hydroxybenzoylformic acid and (R)-(-)-p-hydroxymandelic acid, two antifungal compounds isolated from the liquid culture of the ectomycorrhizal fungus Pisolithus arrhizus. Can.J. Microbiol., 37: 258-264.

Korf R.P., 1973. Discomycetes and Tuberales, in: The Fungi. An advanced treatise IV A., Eds., Ainsworth G.C., Sparrow F.K., Sussman A.S., Academic Press, New York, pp. 249-319.

Kottke I., Beck A., Haug I., Setaro S., Jeske V., Suárez J.P., Pazmiño L., Preubing M., Nebel M., Oberwinkler F., 2008. Mycorrhizal state and new and special features of mycorrhizae of trees, ericads, orchids, ferns and liverworts. In: Gradients in a Tropical Mountain Ecosystem of Ecuador. Eds. Beck E., Bendix J., Kottke I., Makeschin F., Mosandl R.. Series Ecological Studies 198, Springer Verlag, Berlin, Heidelberg, pp.137-148.

Kovacs G.M., 2002. Study of mycorrhizae on the Great HungarianPlain. Summary Ph.D., 10p.

Kovacs G.M., Bagi I., Vagvolgyi C., Kottke I., Oberwinkler F., 2002. Studies on the root associations of the truffle Terfezia terfezoïdes. Acta Microbiologica et Immunologica Hungarica, 49 (2-3): 207-213.

Kovacs G.M., Jakucs E., Bagi I., 2007. Identification of host plants and description of sclerotia of the truffle Mattirolomyces terfezoïdes. Mycol. Progress, 6: 19-26.

114 Kovacs G.M., Martín M.P., Calonge F.D., 2009. First record of Mattirolomyces terfezioides from the Iberian Peninsula: its southern- and westernmost locality. Mycotaxon , 110 (6): 325-330.

Kovacs G.M., Rudnoy S., Vagvolgyi C., Lasztity D., Racz I., Bratek Z., 2001. Intraspecific invariability of the Internal Transcribed Spacer Region of the rDNA of the truffle Terfezia terfezoïdes in Europe. Folia Microbiol., 46 (5): 423-426.

Kovacs G.M., Trappe J.M., Alsheikh A.M., Boka K., Elliott T.F., 2008. Imaia, a new truffle genus to accommodate Terfezia gigantea. Mycologia, 100 (6): 930-939.

Kovács G.M.,Trappe J.M.,Alsheikh A.M.,Hansen K.,Healy R.A.,Vági P., 2011a. Terfezia disappears from the American truffle mycota as two new genera and Mattirolomyces species emerge. Mycologia, 103(4):831-40.

Kovacs G.M., Vagvolgyi C., Oberwinkler F., 2003. In Vitro interaction of the truffle Terfezia terfezoïdes with Robinia pseudoacacia and Helianthemum ovatum. Folia Microbiol., 48 (3): 369-378.

Kovács G M.,BalázsT K.,Calonge F D., MartínMaría P., 2011b. The diversity of Terfezia desert truffles: new species and a highly variable species complex with intrasporocarpic nrDNA ITS heterogeneity. Mycologia, 103(4):841-853.

Kugler M., 1986. Les mycorhizes.Des engrais qui poussent comme des champignons.C.R.D.I.explore, 5-6.

Kytöviita M.M., 2005. Asymmetric symbiont adaptation to Arctic conditions could explain why high Arctic plants are non-mycorrhizal. FEMS Microbiol.Ecol., 53 : 27-32.

Lahouati R., 2000. Expérience des Plantations en Climat Aride. Cas de la Ceinture Verte en Algérie. Direction Générale des forêts, Ministère de l’Agriculture, Alger.

Laessoe T., Hansen K., 2007.Truffle trouble:what happened to the Tuberales?Mycol. Res.,3:1075- 1099.

Lagrange H., Jay-Allemand C., Lapeyrie F., 2001. Rutin, the phenolglycoside from eucalyptus root exudates, stimulates Pisolithus hyphal growth at picomolar concentrations. New Phytol., 149: 349- 355.

Laminou M.O., 2009. Fixation des dunes dans le Sud-Est du Niger: Evaluation de l’efficacité de la barrière mecanique, espèces ligneuses adaptées et potentiels d’inoculation mycorhizienne. Thèse Doctorat, Gembloux Agro.Bio.tech., Univ. Liege, Belgique, 142p.

Landeweert R., Hoffland E., Finlay R.D., Kuyper T.W., Van Breemen N., 2001. Linking plants to rocks: ectomycorrhizal fungi mobilize nutrients from minerals. Trends Ecol. Evol. 16: 248-254.

Laurent P., 1996. Picoa carthusiana Tulasne, observation d’une espèce hypogée rare.In Documents mycologiques, 26 (103): 33-36.

Lawrynowicz L., 1997. Conservation of fungi in Poland. Dans C. Perini, ed. Conservation of fungi. Siena, Italy, Universita degli Studi di Siena, pp. 25-30.

Leake J.R., Donnelly D.P., Saunders E.M., Boddy L., Read D.J., 2001. Rates and quantities of carbon flux to ectomycorrhizal mycelium following 14C pulse labeling of Pinus sylvestris seedlings: E ects of litter patches and interaction a wood-decomposer fungus. Tree Physiol., 21:71-82.

Leducff J.P., Dexheimer J., Chevalier G., 1986. Etude ultrastructurale comparée des associations de Terfezia leptoderma avec Helianthemum salicifolium, Cistus albidus et Cistus salviaefolius. In: 115 Aspects physiologiques et génétiques des mycorhizes. 1er Sem sur les mycorhizes, Eds.V.Gianinazzi- Pearson, S. Gianinazzi, I.N.R.A., Paris, pp. 291- 294.

Lefevre C., 2012. Native and cultivated truffles of North America. In: Edible Ectomycorrhizal Mushrooms, Soil Biology, Eds., A. Zambonelli and G.M. Bonito., Springer-Verlag Berlin Heidelberg, pp. 209-226.

Lentini F., Venza F., 2007.Wild food plants of popular use in Sicily. J.Ethnobiol.Ethnomed., 15(3): 1-12.

Leski T., Pietras M., Rudawska M., 2010. Ectomycorrhizal fungal communities of pedunculate and sessile oak seedlings from bare-root forest nurseries. Mycorrhiza, 20:179-190.

Leye E.H.M., Ndiaye M., Ndiaye F., Diallo B., Sarr A.S., Diouf M., Diop T., 2009. Effet de la mycorhization sur la croissance et le développement de Jatropha curcas L. Revue des Energies Renouvelables, 12 (2): 269-278.

Li H.Y.,. Yang G.D., Shu H.R., Yang Y.T., Ye B.X., Nishida I., Zheng C.C., 2006. Colonization by the arbuscular mycorrhizal Fungus Glomus versiforme induces a defense response against the root- knot nematode Meloidogyne incognita in the grapevine (Vitis amurensis Rupr.), which includes transcriptional activation of the class III chitinase gene VCH3. Plant cell physiol., 47(1): 154-163.

Loizides M., Hobart C., Konstandinides G., Yiangos Y., 2011. Desert truffles: the mysterious jewels of antiquity. Field Mycology, 13(1): 17-21.

Lonnqvist M., 2004. Jebel Bishri in Syria and nomadism in the end of the early Bronze Age. British Museum Colloquium: The Levant in Transition, The Intermediate Early Bronze Age, the proceedings of the British Museum Colloquium forthcoming. Ed. Parr.

Lumaret R., Mir C., Michaud H., Raynal V., 2002. Phylogeographical variation of chloroplast DNA in holm oak (Quercus ilex L.). Mol. Ecol., 11:2327-2336.

Maestre F.T., Cortina J., 2004. Insights intro ecosystem composition and function in a sequence of degraded semiarid steppes. Restoration Ecology 12: 494-502.

Maire R., 1906. Notes mycologiques. Ann. Mycol., 4: 329-399.

Maire R., 1926. Carte phytogéographique de l'Algérie et de la Tunisie. Notice. Alger. Bacconier,78 p.

Malençon G., 1938. Les truffes Européenes. Rev. mycol. Paris, (N.S.), 3:1-92.

Malençon G., 1973. Champignons hypogés du Nord de l’Afrique. Personia, 7: 261-288.

Malloch D.W., Pirozynski K.A., Raven P.H., 1980. Ecological and evolutionary significance of mycorrhizal symbioses in vascular plants (a review). Proc. Nat. Acad. Sci., 77: 2113-2118.

Mandeel Q.A., Al-Laith A.A.A., 2007. Ethnomycological aspects of the desert truffle among native Bahraini and non-Bahraini peoples of the Kingdom of Bahrain. J. Ethnopharm., 110: 118-129.

Manzo L.O., Ibrahim D., Campanella B., Paul R., 2009. Effets de l'inoculation mycorhizienne du substrat sur la croissance et la résistance au stress hydrique de cinq espèces fixatrices de dunes : Acacia raddiana Savi; Acacia nilotica (L.) Willd. Ex Del. var. adansonii; Acacia senegal (L.) Willd; Prosopis chilensis Stunz. et Bauhinia rufescens Lam. Geo-Eco-Trop., 33: 115-124.

Marasas W.F.O., Trappe J.M., 1973. Notes on Southern African Tuberales.Bothalia, 11: 139-141.

116 Marschner H., 1995. Nutrient availability in soils. In: Mineral nutrition of higher plants, Eds., Academic Press, London, UK, p. 483-507.

Marschner H., Dell B., 1994. Nutrient uptake in mycorrhizal symbiosis. Plant Soil, 159: 89-102.

Martino E., Turnau K., Girlanda M., Bonfante P., Perotto S., 2000. Ericoid mycorrhizal fungi from heavy metal polluted soils: Their identification and growth in the presence of zinc ions. Mycol. Res., 104: 338-344.

Marx D.H., 1969. The influence of ectotrophic mycorrhizal fungi on the resistance of pine roots to pathogenic infections. I. Antagonism of mycorrhizal fungi to raot pathogenic fungi and soil bacteria. Phytopathology, 59: 159-163.

Marx D J., 1973. Mycorrhizae and feeder root disease. In Ectomycorrhizae. Eds. G C Marks and T T Kozlowski. Academic Press, New York, pp. 351-389.

Marx D.H., Ruehle J.L., Cordell C.E., 1991. Methods for studying nursery and field response of trees to specific ectomycorrhiza. In: Techniques for mycorrhizal research. J.R., Norris, D. Read and A.K. Varma (Eds). Academic Press, California, pp. 384-411.

Mauri P.V., Manzanera J.A., 2003. Induction development and maturation of holm oak (Quercus ilex L.) somatic embryos. Plant Cell Tissue Organ Cult., 74: 229-235.

Mauri P.V., Manzanera J.A., 2005. Protocol of somatic embryogeneis: holm oak (Quercus ilex).In: Protocol for Somatic Embryogenesis in Woody Plants. Eds., Jain S.M., Gupta P.K., Springer. Printed in the Netherland, pp. 469-482.

Mauro I., Barreto D.C., Vicnte J., Garcia E., 2008. Nuevos datos para el conocimiento de los hongos hipogeos en las Islas Canarias. (III).Boletín de la Sociedad Micológica de Gran Canaria, 39: 1- 4.

Melin E., 1925. Untersuchungen riber die Larix - Mykorrhiza II. Svensk. Bot. Tidskr., 19: 98-103.

Michaud H., Lumaret R., Romane F., 1992. Variation in the genetic structure and reproductive biology of holm oak populations.Vegetatio 100 (99): 107-113.

Michaud H., Toumi L., Lumaret R., Li T.X., Romane F., Di Giusto F., 1995. Effect of geographical discontinuity on genetic variation in Quercus ilex L. (holm oak).Evidence from enzyme polymorphism, Heredity, 74: 590-606.

Miller R.M., Jastrow J.D., 2000. Mycorrhizal fungi influence soil structure.In:Arbuscular mycorrhizas: physiology and function, Eds., Y Kapulnick, DD Douds, Jr. Kluwer, Academic Press, pp. 3-18.

Mohamed-Benkada M., 1999. Extraction et essai d’isolement des principes antimicrobiens de Terfezia claveryi Chat. Thèse Magister, Univ. Oran, Es-sénia, 83p.

Montecchi A., Sarasini M., 2000. Funghi ipogei d'Europa. Associazione Micologica Bresadola. Fondazione Centro Studi Micologici. Trento, Italy, p. 714.

Montserrat-Marti G., Camarero J.J., Palacio S., Pérez-Rontomé C., Milla R., Albuixech J., Maestro M., 2009. Summer-drought constraints the phenology and growth of two coexisting Mediterranean oaks with contrasting leaf habit: implications for their persistence and reproduction. Trees, 23:787-799.

117 Moreno G., Diez J., Ortega A. 1986. Hypogeous fungi from continental Spain I. Cryptog. Mycol. 7:201-229.

Moreno G., Diez J., Manjon J.L., 2000. Picoa lefebvrei and Tirmania nivea, two are hypogeous fungi from Spain. Mycol. Res., 104 (3): 378-381.

Morte .A., Cano A., Honrubia M., Torres P., 1994. In vitro mycorrhization of micropropagated Helianthemum almeriense plantlets with Terfezia claveryi (desert truffle).Agricultural Science in Finland, 3: 309-314.

Morte A., Diaz G., Sanchez-Blanco M.J., Alarcon J.J., Rodriguez P., 2001. Growth and water relations in mycorrhizal and non mycorrhizal Pinus halepensis plants in response to drought. Biologia Plantarum, 44 (2): 263-267.

Morte A., Gutierrez A., Honrubia M., 2008. Biotechnology and cultivation of desert truffles. In Mycorrhiza: Biology, genetics, novel endophytes and biotechnology. Ed. Varma, Springer, Germany, pp. 467-483.

Morte A., Lovisolo C., Schubert A., 2000. Effect of drought stress on growth and water relations of the mycorrhizal association Helianthemum almeriense –Terfezia claveryi. Mycorrhiza, 10: 115-119.

Morte A., Honrubia M.G., Torrente P. P., Gutiérrez A. A., Schubert A., Navarro Ródenas A., 2010. Estudio de los factores que afectan al ciclo biológico de Terfezia claveryi en condiciones de déficit hídrico. VII Red Temática. Biotecnología de las Interacciones Beneficiosas entre Plantas y Microorganismos. BIO 2006-28481-E.

Morte A., Zamora M., Gutierrez A., Honrubia M., 2009. Desert truffle cultivation insemi-arid mediterranean areas.In Mycorrhizas Functional processes and ecological impact, chapter 15, Ed., Springer-Verlag. Berlin Heidelberg, pp. 221-234.

Morte A., Navarro-Ródenas A., Nicolàs E., 2010. Physiological parameters of desert truffle mycorrhizal Helianthemum almeriense plants cultivated in orchards under waterdeficit conditions. Symbiosis, 52: 133-139.

Morte A., Andrino A., Honrubia M., Navarro-Ródenas A., 2012. Terfezia cultivation in arid and semiarid soils. In: Edible Ectomycorrhizal Mushrooms, Soil Biology, Eds., A. Zambonelli and G.M. Bonito., Springer-Verlag Berlin Heidelberg, pp. 241-263.

Moser A. M., Frank J.L., Southworth D., D’Allura J. A., 2009. Ectomycorrhizal communities of Quercus garryana are s imilar on serpentine and nonserpentine soils. Plant Soil, 315:185-194.

Mostowfizadeh-Ghalamfarsa R., Jamali S., Banihashemi Z., 2010. Molecular phylogeny of three desert truffles from Iran based on ribosomal genome. Iran Bot. J. Rostaniha 11(2): 151-162.

Mousain D., 1984. Aspects écologiques de la symbiose mycorhizienne. II.-Rôle des mycorhizes dans la nutrition minérale des plantes. Ann. Soc. horticulture et histoire naturelle de l’Hérault, 124 (1-2): 20-31.

Mousain D., 1989. Etude de la nutrition phosphatée de symbiotes ectomycorhiziens. Thèse de Doctorat d’État en Sciences. Université des Sciences et Techniques du Languedoc, Montpellier, 234 p.

Mousain D., Matumoto-Pintro P., Quiquampoix H., 1997. Le rôle des mycorhizes dans la nutrition phosphates des arbres forestiers, Rev. For. Fr. XLIV: 67-81.

Mühlmann O., Göbl F., 2006. Mycorrhiza of the host-specific Lactarius deterrimus on the rootsof Picea abies and Arctostaphylos uva-ursi.Mycorrhiza, 16: 245-250. 118 Murat C., Diez J., Luis P., Delaruelle C., Dupre C., Chevalier G., Bonfante P., Martin F., 2004. Polymorphism at the ribosomal DNA its and its relation to postglacial re-colonization routes of the perigord truffle tuber melanosporum. New Phytol., 164: 401-411.

Murcia M.A., Martinez-Tomé M., Jiménez A.M., Vera A.M., Honrubia M., Parras P., 2002. Antioxidant activity of edible fungi (truffles and mushrooms): losses during industrial processing. J. Food Protect., 65 (10): 1614-1624.

Murcia M.A., Martinez-Tomé M., Vera A., Morte A., Gutierrez A., Honrubia M., Jiménez A.M., 2003. Effect of industrial processing on desert truffles (Terfezia claveryi Chatinand Picoa juniperi Vittadini): Proximate composition and fatty acids. J. Sci. Food Agric., 83 (6): 535-541.

Nahal I., 1962. Le pin d’Alep (Pinus halepensis Mill.).Etudetaxonomique, phytogéographique, écologique et sylvicole. Ann. Ecole eaux et forêts. Sta. Rech. Exp.19(4), 208p.

Nahal I., 1986. Taxonomie et aire géographique des pins du groupe halepensis. Série Etude CIHEAM 86/1, pp. 1-9. Navarro-Ródenas A., Lozano-Carrillo M.C., Pérez-Gilabert M., Morte A., 2011. Effect of water stress on in vitro mycelium cultures of two mycorrhizal desert truffles. Mycorrhiza, 21(4):247-253.

Navarro-Rodenas A., Morte A., Pérez-Gilabert M., 2009. Partial purification, characterisation and histochemical localisation of alkaline phosphatase from ascocarps of the edible desert truffle Terfezia claveryi Chatin. Plant Biology, 11(5): 678-685.

Navarro-Rodenas A., Pérez-Gilabert M., Torrente P., Bordallo J.J., Morte A., 2011. The role of organic phosphorus in desert truffle ectomycorrhizalH. almeriense plants. VIème Workshop International sur les Champignons Mycorhiziens Comestibles, Rabat, Maroc, p.84.

Navarro-Ródenas A., Pérez-Gilabert M., Torrente P., Bordallo J.J., Morte A., 2012. The role of phosphorus in the ectendomycorrhiza continuum of desert truffle mycorrhizal plants. Mycorrhiza, 22(7):565-575.

Ndiaye M., Diop T.A., Manga A.G.B., Leye E M., Diaw D., Ndiaye F., Sylla-Gaye C., 2007. Réponse à l’inoculation mycorhizienne de deux espèces sylvicoles productrices de gomme: Acacia senegal et Sterculia setigera. Journal des Sciences, 7 (4): 17-25.

Neggaz S., 2010. Analyses chromatographiques et spectroscopiques des composés antimicrobiens d’une espèce de terfez : Tirmania pinoyi (Maire). Mém. Magister, Univ. Oran, 107p. Neggaz S., Fortas Z., 2013. Tests of antibiotic properties of Algerian Desert Truffles against bacteria and fungi. Journal of Life Sciences, 7 (3): 1855- 1864.

Nelsen C.E., Safir G.R., 1982. Increased drought tolerance of mycorrhizal on ion plants caused by improved P nutrition. Planta 154, 407-413.

Nicault A., Rathgeber C., Tessier L., Thomas A., 2001. Croissance radiale et densité du bois du pin d’Alep (Pinus halepensisMill.) en relation avec les facteurs climatiques. Analysein situ de la mise en place du cerne. Ann. For.Sci. 58: 769-784.

Nixon K.C., 1993. Infrageneric classification of Quercus (Fagaceae) and typification of sectional names. Ann. For. Sci., 50: 25-34.

Norman J.E., Egger K.N., 1999. Molecular phylogenetics analysis of Peziza and related genera. Mycologia, 91: 820-829.

119 Nouaim R., Chaussod R., 1994. Mycorrhizal dependency of two clones of micropropagated Argan tree (Argania spinosa): I) Growth and biomass production. Agrofor. Syst., 27: 53-65.

Nouaim R., Chaussod R., 1996. Rôle des mycorhizes dans l’alimentation hydrique et minérale des plantes, notamment des ligneux des zones arides. CIHEAM-Options méditerranéennes: 9-26.

Nouaim R., LinBres M., Esvan J.M., Chaussod R., 1994. Mycorrhizal dependency of micropropagated argan tree (Argania spinosa): II) Mineral nutrition. Agrofor. Syst., 27: 67-77.

Obase K., ChaJ. Y., Lee J.K., Lee S.Y., Lee J.H., Chun K. W., 2009. Ectomycorrhizal fungal communities associated with Pinus thunbergii in the eastern coastal pine forests of Korea. Mycorrhiza, 20: 39-49.

O’Donnell K., Cigelnik E., Weber N.S., Trappe J.M., 1997. Phylogenetic relationships among ascomycetous truffle and the true and false morels inferred from 18s and 28s ribosomal DNA sequence analysis. Mycologia, 89: 48-65.

Oihabi A., Meddich A., 1996. Effet des mycorhizes à arbuscules (MA) sur la croissance et la composition minérale du trèfle. Cahiers Agricultures, 5: 382-386.

Omer E.A., El-Menshawi B.S., Smith D.L., Wood K.V., 1994. The volatiles of desert truffle: Tirmania nivea. Plant Foods Hum. Nutr., 45: 247-249.

Ozenda P., 2006. Les végétaux: organisation et diversité biologique. Ed.Dunod (2ème éd.), Paris, 516p.

Pacioni G., El-Kholy H., 1994. Tartufi Del Deserto Egiziano.Micologia e vegetazione Mediterranea, 9 (2): 69-84.

Palenzona M., Fontana A., 1978. Synthèse des mycorhizes de Tubermagnatum Pico avec semis de Quercus pubescens Willd. J. Mush. Sci., 10: 1007-1012.

Parde J., 1957. La productivité des forêts de pin d’Alep en France. Ann., E.N.E.F et Sta. Rech. Exp., 15 (2): 367-414.

Pargney J.C., 1994. Connaissances actuelles sur la structure, la biologie et l’écologie de la truffe. Bulletin des Académie et Société Lorraines des Sciences, 33 (3): 159-173.

Pagnol J., 1973. La truffe. L’Imprimerie Aubanel, Avignon, France. In : 4° Nombr. illust.et plans, Rel. cart. toilé violine de l’éd., 184 p

Pardo C., 2005. L’arbre au cœur des dynamiques socio-territoriales: le chêne vert marqueur d’une nouvelle méditerranéité. Ouvrage collectif, congrès international "Environnement et identité en Méditerranée", Tome II, pp.540-550.

Patel S., 2012. Food, Health and Agricultural Importance of Truffles: A Review of Current Scientific Literature. Curr.Trends Biotech. Pharm., 6 (1): 15-27.

Paton D.,Garcia-Herrera R.,Cuencia J., Galavis M., Roig F.A., 2009.Influence of climate on radial growth of holm oaks (Quercus ilex subsp Ballota Desf) from SW Spain. Geochronometria, 34: 49-56

Patouillard N., 1894. Les terfez de la Tunisie. Journal de Botanique, 8: 153-156.

Pegler D.N., 2002. Useful fungi of the world: the “Poor man’s truffles of Arabia” and Manna of the Israelites. Mycologist, 16 (1): 8-9.

120 Percudani R., Trevisi A., Zambonelli A., Ottonello S., 1999. Molecular phylogeny of truffles (Pezizales: Terfeziaceae, Tuberaceae) derived from nuclear rDNA sequence analysis. Mol. Phylogen. Evolut., 13 (1): 169-180.

Pereda Campos M.V., 2008. Contribution à l’étude des transporteurs de phosphate de la famille PHT1 chez le Peuplier (Populus trichocarpa Torr. & Gray) et le champignon ectomycorhizien Laccaria bicolor (Maire) P. D. Orton. Thèse Doctorat, Univ. d’Henri Poincaré, Nancy I, France, 141p.

Pérez-Gilabert M., Morte A., Honrubia M., Garcia-Carmona F., 2001a. Partial Purification, Characterization, and Histochemical Localization of Fully Latent Desert Truffle (Terfezia Claveryi Chatin) Polyphenol Oxidase.Agric. Food Chem., 49 (4): 1922-1927.

Pérez-Gilabert M., Morte A., Honrubia M., Garcia-Carmona F., 2001b. Monophenolase activity of latent Terfezia claveryi tyrosinase: Characterization and histochemical localization. Physiologia Plantarum, 113 (2): 203-209.

Pérez-Gilabert M., Garcia-Carmona F., Morte A., 2004. Histochemical and biochemical evidences of the reversibility of tyrosinase activation by SDS. Plant science, 166: 365-370.

Pérez-Gilabert M., Sanchez-Felipe I., Garcia-Carmona F., 2005a. Purification and partial characterization of lipoxygenase from desert truffle (Terfezia claveryi chatin) ascocarps. J. Agr. Food Chem., 53 (9): 3666-3671.

Pérez-Gilabert M., Avila-Gonzalez R., Garcia-Carmona F., Morte A., 2005b. Characterization and histochemical localization of nonspecific esterase from ascocarps of desert truffle (Terfezia claveryi Chatin). J. Agr. Food Chem., 53 (14): 5754-5759.

Pérez-Gilabert M., Morte A., Honrubia M.,Garcia-Carmona F., 2005c. Purification and characterization of two enzymes involved in the quality of desert truffles: tyrosinase and lipoxygenase. M.C.F.A. Annals, 4: 1-6.

Peterson R.L., Bonfante P., 1994. Comparative structure of vesicular-arbuscular mycorrhizas and ectomycorrhizas. Plant Soil 159: 79-88.

Plassard C., 1996. La mycorhization des plantes forestières en milieu aride et semi-aride: nutrition min6rale en terrains calcaires. CIHEAM- Options Méditerranéennes, 27-32.

Plenchette C., 2005. Mycorhizes et nutrition phosphatée des plantes. Journées techniques fruits et légumes et viticulture biologiques, p 103-109.

Plenchette C., Bois J-F., Duponnois R., Cadet P., 2000. La mycorhization (Glomus aggregatum) du mil (Pennisetum glaucum). Etudes et Gestion des Sols, Numéro spécial, 7(4): 379-383.

Pozo M.J., Azcon-Aguilar C., 2007. Unraveling mycorrhiza-induced resistance. Current Opinion in Plant Biology, 10 (4): 393-398.

Quezel P., 1976. Les forêts du pourtour méditerranéen. In Forêts et maquis méditerranéens: écologie, conservation et aménagement. Note technique MAB, UNESCO, Paris, 2: 9-33.

Quezel P., 1979. La Région Méditerranéenne française et ses essences forestiéres. Signification écologique dans le contexte circum-méditerranén. Font Medit. 1 (1): 7-18.

Quezel P., 1985. Definition of the Mediterranean region and the origin of its flora. In Gomez-Campo C. éd., Plant conservation in the Mediterranean area, « Geobotany » 7, Junk Pub., Dordrecht, pp. 9-24.

121 Quezel P., 1986. Les pins du groupe « halepensis ». Ecologie, végétation, Ecophysiologie. CIHEAM- Option méditerranéenne, 86 (1): 11-23.

Quezel P., 2000. Taxonomy and biogeography of Mediterranean pines (Pinus halepensis and Pinus brutia). In: Ecology, Biogeography and Management of Pinus halepensis and P. Brutia Forest Ecosystems in the Mediterranean Basin. Eds., Néeman G., Trabauds L., Backhuys Publishers, Leiden, pp. 1-12.

Quezel P., Barbero M., 1992. Le pin d’Alep est les essences voisines: répartition et caractères écologiques généraux, sa dynamique récente en France méditerranéenne.Forêt méditerranéenne, 8(3):158-170.

Quezel P., Médail F., 2003. Écologie et biogéographie des forêts du bassin méditerranéen. Eds. scientifiques et médicales, Elsevier SAS. Paris, pp. 28-125.

Quoreshi A.M., 2008. The use of mycorrhizal biotechnology in restoration of disturbed ecosystem. In: Mycorrhizae: Sustainable agriculture and forestry.Eds., Siddiqui Z.A.,et al., Springer Science et Business Media B.V., pp. 303-320.

Rains K.C., Bledsoe C.S., 2007. Rapid uptake of15N-ammonium andglycine-13C,15N by arbuscular and ericoid mycorrhizal plantsnative to a Northern California coastal pygmy forest. Soil Biol. Biochem., 39:1078-1086.

Raviv M., 2010. The use of mycorrhiza in organically-grown crops under semi arid conditions: a review of benefits, constraints and future challenges. Symbiosis, 52: 65-74.

Ravolanirina F., 1986. Etude de l’influence de quelques facteurs sur la croissance mycélienne des terfez in vitro et synthèse des mycorhizes. D.E.A de biologie et de physiologie végétale. Univ. Clermont-Ferrand, 70 p.

Ravolanirina F., Chevalier G., 1988. Influence des facteurs nutritionnels sur la croissance mycélienne des terfez (Truffes du désert) in vitro. 2èmecongresso internazionale sul tartufo, spoleto: 525-532.

Rayss T. 1959. Champignons hypogés dans les régions désertiques d’Israel. in Omagiu Lui Traian Savulescu, Academia Republicii Populare Romine, Bucharest, Romania, pp. 655-659.

Redon P.O., Béguiristain T., Leyval C., 2008. Influence of Glomus intraradices on Cd partioning in a pot experiment with Medicago truncatula in four contaminated soils. Soil Biol. Biochem., 40: 2710- 2712.

Reyna S., 2000.Trufa, Truficultura y Selvicultura Trufera.Ediciones Mundi-Prensa, Madrid, 229 p.

Rillig M.C., Mummey D.L., 2006. Mycorrhizas and soil structure. New Phytol., 171: 41-53.

Rinaldi A.C., Comandini O., Kuyper T.W., 2008. Ectomycorrhizal fungal diversity: separating the wheat from the chaff. Fungal diversity, 33: 1-45.

Riousset L., Riousset G., Jalade M., Chevalier G., 1989.Prima raccolta in Francia di Phaeangium lefebvrei Patouillard.IL Fungo, 9-11.

Riousset L., Riousset G., Chevalier G., Bardet M.C., 2001. Truffes d’Europe et de Chine. Paris, INRA. 181p.

Roth-Bejerano N., Livne D., Kagan-Zur V., 1990. Helianthemum-Terfezia relations in different growth media. New Phytol., 114 (2): 235-238.

122 Roth-Bejerano N., Li Y.F., Kagan-Zur V., 2004. Homokaryotic and heterokaryotic hyphae in Terfezia.Antonie Van Leeuwenhoek, 85: 165-168.

Rougieux R., 1963. Actions antibiotiques et stimulantes de la truffe du désert (Terfezia boudieri Chatin). Ann. Inst. Pasteur, Paris, 105: 315-318.

Ruiz-Lozano J.M., 2003. Arbuscular mycorrhizal symbiosis and alleviation of osmotic stress. New perspectives for molecular studies. Mycorrhiza, 13: 309-317.

Ruiz-Lozano J.M., Azcón R., Gomez M., 1995. "Effects of arbuscular-mycorrhizal Glomus species on drought tolerance: physiological and nutritional plant responses.Appl. Environ. Microbiol., 61: 456-460.

Saito M., 2000. Symbiotic exchange of nutrients in arbuscular mycorrhizas: transport and transfer of phosphorus. In: Arbuscular mycorrhizas: physiology and function. Eds., Y Kapulnick et D.D. Douds Jr. Kluwer Academic Press, pp. 85-106.

Salmon Y., 2004. Déphasages phénologiques chez le chêne vert (Quercus ilex L.) et conséquences fonctionnelles. Mém. DEA., biologie de l'évolution et écologie. Univ. Montpellier II (France), 104p.

Sànchez-Gomez P., Torrente P., Jiménez J.F., 2011. Some Cistaceae as potential host plants of Terfezia from Southeast of the Iberian Peninsula. VI éme Workshop International sur les Champignons Mycorhiziens Comestibles, Rabat, Maroc, p. 90.

Sarand I., Timonen S., Koivula T., Peltola R., Haahtela K., Sen R., Romantschuk M., 1999. Tolerance and biodegradation of m-toluate by Scots pine, a mycorrhizal fungus and fluorescent pseudomonads individually and under associative conditions. J. Appl. Microbiol., 86: 817-826.

Sauvage C.H., 1961. Recherches géobotaniques sur les subéraies marocaines. Trav. Inst. scientifique chérifien, Rabat, Maroc, 462 p.

Savoie J.M., Largeteau M L., 2011. Production of edible mushrooms in forests: trends in development of a mycosilviculture. Appl Microbiol Biotechnol., 89:971-979.

Sawaya W.N., Al-Shalhat A., Al-Sogair A., Al-Mohammad M., 1985. Chemical composition and nutritive value of truffles of Saudi Arabia. J. Food Sci., 50 (2): 450-453.

Sbissi I., Neffati M., Boudabous A., Murat C., Gtari M.,2010. Phylogenetic affiliation of the desert truffles Picoa juniperi and Picoa lefebvrei. Antonie Van Leeuwenhoek, 98: 429-436.

Sbissi I., Ghodhbane-Gtari F., Neffati M., Ouzari H., Boudabous A., Gtari M., 2011. Diversity of the desert truffle Terfezia boudieriChatin in southern Tunisia. Revue canadienne de microbiologie 57 (7): 599-605.

Scarascia-Mugnozza G., Oswald H., Piussi P., Radoglou K., 2000. Forests of the Mediterranean region: gaps in knowledge and research needs. For. Ecol. Manag., 132: 97-109.

Schroeder M.S., Janos D.P., 2004. Phosphorus and intraspecific density alter plant responses to arbuscular mycorrhizas. Plant Soil, 264: 335-348.

Seigue A., 1985.La forêt circumméditerranéenne et ses problèmes.Ed.Maisonneuve et Larose, Paris, 502 p.

Senz de Rivas C., 1967. Estudios sobre Quercus ilex L. y Quercus rotundifolia Lamk. An.Inst. Bot. Cavanilles, 2: 243-262.

123 Serre F., 1976a. Les rapports de la croissance et du climat chez le pin d’Alep (Pinus halepensis Mill.). I- Méthodes utilisées. L’activité cambiale et le climat.Acta Oecol./Oecologica plantarum 2 (2): 143- 171.

Serre F., 1976b. Les rapports de la croissance et du climat chez le pin d’Alep (Pinus halepensis Mill.). II- L’allongement des pousses et des aiguilles et le climat.Discussion générale. Acta Oecologica / Oecologica plantarum, 2 (3): 201-224.

Sesli E., Denchev C. M., 2012. Checklists of the myxomycetes, larger ascomycetes, and larger basidiomycetes in Turkey. Mycotaxon, 106: 1-138.

Shamekh S.S., Ahmed A.A., El-Mabsout Y.E., 1985.Effect of various methods of preservation on microbial load, vitamins and fatty acids of Libyan truffles. In: Advances in Food Industries Development in the Arab World. A Proceedings Eds., Hamdan L.Y., El-Nawawy A., Mameesh, Kuwait Institute Scientific Research and Kuwait Foundation for Advancement Science, pp. 261-270.

Shamekh S., Al-Qaradawi A., 2011. Qatari truffles.VIème Workshop International sur les Champignons Mycorhiziens Comestibles, Rabat, Maroc, p. 92.

Shavit E. 2008. Truffles Roasting in the Evening Fires: Pages from the History of Desert Truffles. Medicinal mushrooms, 3 (1): 18-23.

Simon L., Bousquet J., Levesque R.C., Lalonde M., 1993. Origin and diversification of endomycorrhizal fungi and coincidence with vascular plants. Nature, 363: 67-69.

Sisto D., Luigi Rana G., De Gioia T., Ubaldo D., 2006. Ultimi aggiornamenti sui funghi ipogei della Puglia. del XVI Convegno Nazionale di Micologia – Firenze, Riassunti, p. 5.

Slama A., Neffati M., 2004. Les truffes de la Tunisie méridionale: Etude écologique et mycologique. Revue des régions arides, 15: 3-52.

Slama A., Neffati M., Khabar L.,Boudabous A., 2004.Etude taxonomique des truffes (Terfeziaceae) de la Tunisie méridionale. 1er Symp. Champ. Hypogés Bassin méditerranéen, Rabat, pp. 1-12.

Slama A., Neffati M., Boudabous A., 2009.Biochemical Composition of Desert Truffle Terfezia boudieri Chatin. Int. Symp. Medicinal and Aromatic Plants, Djerba, Tunisie, pp.285-289.

Slama A., Fortas Z., Boudabous A., Neffati M., 2010. Cultivation of edible desert truffle (Terfezia boudieri Chatin). Afr. J. Microbio. Res., 22 (4): 2350- 2356.

Slama A., Gorai M., Fortas Z., Boudabous A., Neffati M., 2012. Growth, root colonization and nutrient status of Helianthemum sessiliflorum Desf. Inoculated with a desert tru e Terfezia boudieri Chatin. Saudi J. Biol. Sci., 19: 25-29. ffl Slama A., Neffati M., Fortas Z., Khabar L., Boudabous A., 2006. Etude taxinomique de quelques Ascomycota hypogés (Terfeziaceae) de la Tunisie Méridionale. Bull. Soc. Mycol. Fr., 122 (2-3): 187- 195.

Smith S.E., Gianinazzi-Pearson V., 1988. Physiological interactions between symbionts in vesicular- arbuscular mycorrhizal plants.Annu. Rev. Plant. Physiol. Molec. Biol., 39: 221-244

Smith S.E., Read D.J., 1997. Mycorrhizal symbiosis. Academic Press, London, UK, 605p.

Smith S.E., Read D.J., 2008. Mycorrhizal Symbiosis, Academic Press, Ed. Hardcover,London, 800 p.

124 Smith S.E., Smith F.A., Jakobsen I., 2003. Mycorrhizal fungi can dominate phosphate supply to plants irrespective of growth responses. Plant Physiol., 133: 16-20.

Souleres G., 1969. Le pin d’Alep en Tunisie. Ann. Ins. Hist. Nat. afr., Nord, Alger, 59 (4): 23-36.

St-Arnaud M., Hamel C., Caron M., Fortin J.A., 1994. Inhibition of Pythiiim ciltimum in roots and growth substrate of mycorrhizal Tagetas patula colonized with Glomus intraradices. Can. J. Plant Pathol., 16: 187-194.

St-Arnaud M., Hamel C., Vimard B., Caron M., Fortin J.A., 1995. Altered growth of Fusarium oxysporum f. sp. chrysanthemi in an in vitro dual culture system with the vesicular arbuscular mycorrhizal fungus Glomus intraradices growing on Daucus carota transformed roots. Mycorrhiza, 5: 431-438.

St-Arnaud M., Vujanovic V., 2007.Effects of the arbuscular mycorrhizal symbiosis on plant diseases and pests.Mycorrhizae in crop production. C. Hamel and C. Plenchette. New York, Haworth Press: 67- 122.

Stenström E., Damm E., Unestam T., 1997. Le rôle des mycorhizes dans la protection des arbres forestiers contre les agents pathogènes du sol.Rev. For. Fr. XLIX, 121-128.

Ström L., Owen A.G., Godbold D.L., Jones D.L., 2005.Organic acid behaviour in a calcareous soil implication for rhizosphere nutrient cycling. Soil Biol. Biochem., 37: 2046-2054.

Strullu D.G., 1982. Les Mycorhizes. I. L’association mycorhizienne. C.R. Acad. Agr. France, 68 (5): 344-360.

Strullu D.G., 1991. Les mycorhizes des arbres et plantes cultivées. Technique et Documentation- Lavoisier, Paris. 3ème Edition, Paris, 250p.

Strullu D.G., Grellier B., Letouzé R., 1984. Mycorhizes et micropropagation in vitro: concepts et réalisations. C.R. Acad. Agri. France, 70 (11): 1331-1337.

Subramanian K.S., Charest C., 1999.Acquisition of N by externalhyphae of arbuscular mycorrhizal fungus and its impact on physiological response in maize under drought-stressed and well-watered conditions. Mycorrhiza, 9: 69- 75.

Suz L.M., Martin M.P., Colinas C., 2006. Detection of Tuber melanosporum DNA in soil.FEMS Microbiol. Lett., 254: 251-257.

Sylvia D.M., Williams S.E., 1992. Vesicular-arbuscular mycorrhizae and environmental stress. In: Eds, Bethlenfalvay G.J., Linderman, R.G., Mycorrhizae in Sustainable Agriculture., USA, Special Publication N° 54, Madison Wisconsin, 101-124.

Szeg D., Bratek Z., Rudnoy S., Zold-Balogh A., Soos V., 2004. Morphological and molecular studies on mycorrhizae between Terfezia terfezoïdes and Robini pseudoacacia. 1er Symp. Champ. Hypogés du bassin méditerranéen, Rabat (Maroc), p. 54.

Tadja A., 1996. Etude écologique de deux espèces de terfez du sud-ouest algérien. Essai de leur mycorhization sur trois espèces céréalières. Thèse Magister, E.N.S.A, El-Harrach, Alger, 110p.

Tagu D., Lapeyrie F., Martin F., 2002. The ectomycorrhizal symbiosis: genetics and development. Plant Soil, 244: 97-105.

Takacs T., Voros I., 2003. Role of arbuscular mycorrhizal fungi in the water and nutrient supplies of the host plant. Novenytermeles, 52: 583-593.

125 Taylor F.W, Thamage D.M., Baker N., Roth-Bejerano N., Kagan-Zur V., 1995.Notes on the Kalahari desert truffle, Terfezia pfeilii. Mycological Research, 99 (7): 874-878.

Taylor A.F.S., 2002. Fungal diversity in ectomycorrhizal communities: sampling effort and species detection. Plant Soil, 244: 19-28.

Terradas J., 1999.Holm oak and holm oak forests: an introduction. In Ecology of Mediterranean evergreen oak forests.Edited by: Rodà F, Retana J, Gracia C, Bellot J. Springer, Berlin,Springer; pp. 3- 14.

Tinker P.B., 1984. The role of microorganisms in mediating and facilitating the uptake of plant nutrients from soil. Plant Soil, 76: 77-91.

Tobar R., Azcón R., Barea J.M., 1994. Improved nitrogen uptake andtransport from15N-labelled nitrate by external hyphae of arbuscular mycorrhiza under water-stressed condition. New Phytol., 126:119- 122.

Trappe J.M., 1971. A synopsis of the Carbomycetaceae and Terfeziaceae (Tuberales). Trans. Br. Mycol. Soc., 57: 85-92.

Trappe J.M., 1977.Selection of fungi for ectomycorrhizal inoculation in nurseries. Ann. Rev. Phytopathol., 15: 203-222.

Trappe J.M., 1979. The orders, families and genera of hypogeous Ascomycotina (Truffles and their relatives). Mycotaxon, 9: 297-340.

Trappe J.M., 1990. Use of truffles and false truffles around the world. In: Bencivenga M., Granetti B., (Eds.), Proceedings, Atti del Secondo Congresso Internazionale sul Tartufo.Comunita Montana dei Monti Martinie del Serano, Spoleto, Italy, pp. 19-30.

Trappe J.M., Claridge A.W., Claridge D.L., Liddle L., 2008 a. Desert truffles of the Australian Outback: Ecology, Ethnomycology and taxonomy. Economic Botany, 62 (3): 497- 506.

Trappe J.M., Claridge A.W., Arora D., Adriaan Smit W., 2008 b. Desert truffles of the African Kalahari: Ecology, Ethnomycology and taxonomy. Economic Botany, 62 (3): 521-529.

Trappe J.M., Kovács G.M., Claridge A.W., 2010. Comparative taxonomy of desert truffles of the Australian Outback and African Kalahari. Mycological Progress, 9: 131-143.

Trouvelot A., Kouch J., Gianninazzi-pearson V. 1986. Mesure du taux de mycorhization VA d‟un système radiculaire: recherche de méthodes d’estimation ayant une signification fonctionelle.Les mycorhizes: Physiologie et génétique.1er Séminaire Dijon. Paris, INRA, pp. 217-221.

Tsakaldimi M., Tsitsoni T., Ganatsas P., Zagas T., 2009. A comparison of root architecture and shoot morphology between naturally regenerated and container-grown seedlings of Quercus ilex.Plant Soil, 324:103-113.

Tulasne L.R., Tulasne C., 1851. Fungi hypogaei: Histoire et Monographie des Champignons Hypogés. Paris: Friedrich Klincksieck, 222p.

Turgeman T., Asher J.B., Roth-Bejerano N., Kagan-Zur V., Kapulnik Y., Sitrit Y., 2011. Mycorrhizal association between the desert truffle Terfezia boudieri and Helianthemum sessiliflorum alters plant physiology and fitness to arid conditions. Mycorrhiza, 21 (7):623-630

Tutin T.G., Burges N.A., Chater A.O., Edmonson J.R. 1993. Flora Europea. Cambridge University Press, London, 2: 1235 p.

126 Vaario L.M., Pennanen T., Sarjala T., Savonen E.M., Heinonsalo J., 2010. Ectomycorrhization of Tricholoma matsutake and two major conifers in Finland-an assessment of in vitro mycorrhiza formation.Mycorrhiza, 20:511-518.

Vàzquez-Garcia A., Santiago-MartinezG., Estrada-Torres A., 2002. Influencia del pH en el crecimiento de quince cepas de hongos ectomicorrizógenos. Anales del Instituto de Biología, Universidad Nacional Autónoma de México, Serie Botànica 73(1): 1-15.

Venturella G., Saitta A., Sarasini M., Montecchi A., Gori L., Contribution to the knowledge of hypogeous fungi from Sicily (S-Italy). Flora Mediterranea, 14: 275-284.

Vinayak K., Bagyaraj D.J., 1990. Vesicular-arbuscular mycorrhizae screened for troyer citrange. Biol. Fertil. Soils, 9: 311-314.

Vivat A., 1995. Persistance des feuilles et bilan carboné d’un chêne méditerranéen (Quercus ilex L): évolution le long d’un gradient climatique.DEA Biologie Evolution et Ecologie, Univ.Montpellier II, 24p.

Wallander H., Wickman T., 1999. Biotite and microcline as potassium sources in ectomycorrhizal and non-mycorrhizal Pinus sylvestris seedlings. Mycorrhiza, 9: 25-32.

Wang S., Marcone M.F., 2011. The biochemistry and biological properties of the world's most expensive underground edible mushroom: Truffles. Food Res. Int., 44: 2567-2581.

Weete J. D., Kulifaj M., Montant C., Nes W. R., Sancholle M., 1985. Distribution of sterols in fungi. II. Brassicasterol in Tuber and Terfezia species. Can. J. Microbiol., 31:1127-1130.

Wubet T., Kottke I., Teketay D., Oberwinkler F., 2003. Mycorrhizal status of indigenous in dry Afromontane forests of Ethiopia. For. Ecol. Manage., 179: 387-399.

Yacine A., Lumaret R., 1988. Distribution spatiale des génotypes dans une populationde chêne vert (Quercus ilex L.), flux génique et régime de reproduction. Génét. Sél. Evol., 20 (2): 181-198.

Yamadal A., Maeda K., Ohmasa M., 1999. Ectomycorrhiza formation of Tricholoma matsutake isolates on seedlings of Pinus densiflorain in vitro. Mycoscience, 40: 455-463.

Yamada A., Maeda K., Kobayashi H., Murata H., 2006. Ectomycorrhizal symbiosis in vitro between Tricholoma matsutake and Pinus densiflora seedlings that resembles naturally occurring ‘shiro’. Mycorrhiza, 16: 111-116.

Yergeau E.,Vujanovic V., St-Arnaud M.,2006. Changes in communities of Fusarium and arbuscular mycorrhizal fungi as related to different asparagus cultural factors. Microbiol. Ecol., 52: 104-113.

Zambonelli A., Pisi A.N.,Tibiletti E., Penjor E.,1998. Caratterizzazione anatomo-morfologica delle micorriza deTuber indicum Cooke & Massee su Pinus pinea le Quercus cerris l. Micol. Ital., 1: 29-36.

Zaretsky M., Kagan-Zur V., Mills D., Roth-Bejerano N., 2006. Analysis of mycorrhizal associations formed by Cistus incanus transformed root clones with Terfezia boudieri isolates. Plant.Cell. Rep., 25: 62-70.

Zeppa S., Sisti D., Pierleoni R., Potenza L., Guescini M., Vallorani L., Stocchi V., 2005. Tilia platyphyllos Scop.–Tuber brumale Vittad.vs. T. platyphyllos Scop.–T. borchii Vittad.ectomycorrhizal systems:a comparison of structural and functional traits. Plant Physiol. Bioch., 43: 709-716.

Zhang B.C., 1992. Chinese Hypogeous mycoflora: Terfeziaceae, new species and new records. Micologia e Vegetazione Mediterranea, 7 (1): 39-42.

127 Zitouni F.H., Zelmat F.Z., 2007. Caractérisation écologique et pédologique de trois sites à terfez de la steppe centrale d’Algérie. Essai de mycorhization de Tirmania pinoyi avec Pinus halepensis en conditions gnotoxéniques. Mém. Ing. Biotech., Univ. Oran, 62p.

Zitouni F.E., 2010. Etude des associations mycorhiziennes entre quatre espèces de terfez et diverses plantes Cistacées et ligneuses en conditions contrôlées. Mém. Magister, Univ.Oran, 262p.

Biblionet : Anonyme 1: http://www.bioscripts.net Anonyme 2: http://www.hobbesworld.com/botanique/arbre/quercus_ilex.php Anonyme 3: http://www.tela-botanica.org Anonyme 4: http://www.mostaganem.t 35. com / wilaya / geo. htm. Anonyme 5: http://www.animateur-nature.com

128 Annexes Annexe 1: L’eau gélosée à 0.8%.

- Agar-agar...... 0.8 g

- Eau distillée...... 100 mL

Annexe 2: Milieu gélosé à l’extrait de malt (in Fortas, 1990).

- Extrait de malt...... 10 g - Eau distillée...... 1000 mL - Agar-agar...... 15 g

pH 6.

Annexe 3: Solution nutritive de Melin modifiée par Norkrans (1949) (MNM).

- Glucose...... 2.5 g

- CaCl2...... 0.05 g - NaCl ...... 0.025 g

- KH2 PO4...... 0.5 g

- (NH4)2 HPO4...... 0.25 g

- MgSO4, 7H2O...... 0.15 g - Citrate de fer...... 0.012 g - Thiamine HCl...... 25 µg

- Eau distillée...... 1000 mL

Annexe 4: Solution colorante de bleu de trypan à 0.05 % dans le lactophénol (Langeron, 1952).

- Acide phénique cristallisé chimiquement pur ...... 1 g - Acide lactique ...... 1 g - Glycérine...... 2 g - Eau distillée ...... 1 g - Bleu de trypan...... 0.05g Les liquides doivent être pesés et non mesurés. Lorsqu’ils sont complètement mélangés, on ajoute l’acide phénique. Résumé: Notre étude porte sur le pouvoir mycorhizien, en conditions gnotoxéniques et axéniques, de deux espèces de terfez (Tirmania pinoyi et Terfezia leptoderma) sur le développement de deux essences forestières le pin d’Alep (Pinus halepensis) et le chêne vert (Quercus ilex). Des synthèses mycorhiziennes entre ces deux espèces de terfez et les deux espèces forestières ligneuses ont été réalisées en conditions gnotoxéniques sur un substrat naturel, et entre T. pinoyi et P. halepensis et en conditions axéniques sur perlite imprégnée de solution nutritive. Après 16 mois de culture en serre et 09 mois en chambre culture, les résultats ont montré que l’inoculation de P. halepensis par T. pinoyi ou par T. leptoderma améliore significativement la croissance des plants par rapport aux témoins. Quelques plants de chêne vert répondent positivement à l’inoculation par T. pinoyi. L’indice de dépendance mycorhizienne (IDMR) est plus élevé chez le pin d’Alep mycorhizé par les deux espèces de terfez que chez le chêne vert, cependant, il varie selon l’espèce végétale et le champignon inoculé. Les plants de P. halepensis et de Q. ilex mycorhizés, en conditions de serre, présentent une diversité morphologique des ectomycorhizes. T. pinoyi forme avec P. halepensis des ectomycorhizes avec un manteau lâche (peu épais) et un réseau d’Hartig. Le manteau fongique est absent chez le chêne vert. T. pinoyi forme avec P. halepensis en conditions axéniques également des ectomycorhizes sans manteau. Mots clés: Terfez, Terfezia, Tirmania, P. halepensis, Quercus. Ilex, synthèses mycorhiziennes, ectomycorhizes.

Abstract: Our study focuses on the mycorrhiral power in gnotoxnic and axenic conditions of two species of terfez (Tirmania pinoyi and Terfezia leptoderma), on the development of two forest species Aleppo pine (Pinus halepensis) and holm oak (Quercus ilex). Mycorrhizal synthesis between the two species of terfez and the two woody forest species are carried out in gnotoxenic conditions on a natural substrate, and between T. pinoyi and P. halepensis in axenic conditions. After 16 months of greenhouses culture and 09 months in room culture, the results showed that inoculation of P. halepensis with T. pinoyi or T. leptoderma improve significantly the plant growth compared to controls. Some holm oak seedlings responded positively to inoculation with T. pinoyi. Mycorrhizal dependency index (IDMR) is higher in the mycorrhized Aleppo pine species by both terfez than the holm oak, however, it varies depending on the plant species and the fungus inoculated. The mycorrhized plants of P. halepensis and Q. ilex under greenhouse conditions, exhibit morphological diversity of ectomycorrhizas. T. pinoyi form with P. halepensis ectomycorrhizae with a rudimentary mantele (thin) and Hartig net. The fungal mantle is absent in the holm oak. T. pinoyi form with P. halepensis under axenic conditions also ectomycorrhizae without a mantle. Keywords: Terfez, Terfezia, Tirmania, P. halepensis, Quercus. Ilex, mycorrhizal syntheses ectomycorrhizae. اﻟﻣﻠﺧص: ﺗﺿﻣﻧت دراﺳﺗﻧﺎ اﻟﺑﺣث ﻋن اﻟﻘدرة ﻋﻠﻰ اﻟﺗﻌﺎﯾش اﻟﻣﯾﻛورﯾزي ﺑﯾن ﻧوﻋﯾن ﻣن اﻟﺗرﻓﺎس ( pinoyi Tirmania و

Terfezia leptoderma) و ﺗﺄﺛﯿﺮه ﻋﻠﻰ ﻧﻤﻮ ﻧﻮﻋﯿﻦ ﻣﻦ اﻷﺷﺠﺎر اﻟﻐﺎﺑﯿﺔ اﻟﺼﻨﻮﺑﺮ اﻟﺤﻠﺒﻲ (Pinus helepensis)

واﻟﺑﻠوط اﻷﺧﺿر (ilex Quercus ) ﻓﻲ ظﺮوف ﺗﺠﺮﯾﺒﯿﺔ ﻣﻌﻘﻤﺔ و ﻏﯿﺮ ﻣﻌﻘﻤﺔ.

ﺗﺮﻛﯿﺒﺎت ﺗﺠﺮﯾﺒﯿﺔ ﻟﻠﺘﻌﺎﯾﺶ اﻟﻤﯿﻜﻮرﯾﺰي ﺑﯿﻦ ھﺬﯾﻦ اﻟﻨﻮﻋﯿﻦ ﻣﻦ اﻟﺘﺮﻓﺎس و ﻧﻮﻋﻲ اﻟﻨﺒﺎﺗﺎت اﻟﺨﺸﺒﯿﺔ اﻟﻐﺎﺑﯿﺔ ﺗﻢ ﺗﻄﺒﯿﻘﮭﺎ ﻓﻲ

ظﺮوف ﻣﺮاﻗﺒﺔ ﻋﻠﻰ ﺗﺮﺑﺔ طﺒﯿﻌﯿﺔ، و ﺑﯿﻦ pinoyi .T وP . helepensis ﻓﻲ ظروف ﻣﻌﻘﻣﺔ ﻋﻠﻰ perlite ﻣﺧﺻﺑﺔ

ﺑﺎﻟﻣﺣﻠول اﻟﻣﻐذي، و ﺑﻌد 16 ﺷﮭرا ﻣن اﻟزراﻋﺔ ﻓﻲ اﻟدﻓﯾﺋﺔ و 09 أﺷﮭر ﻣن اﻟزراﻋﺔ اﻟﻣﻌﻘﻣﺔ ﻓﻲ ﻏرﻓﺔ اﻟزراﻋﺔ، أظﮭرت اﻟﻧﺗﺎﺋﺞ أن اﻟﺗﻌﺎﯾش اﻟﻣﯾﻛورﯾزي ل P . helepensis ب pinoyi .T و T . leptoderma ﻗﺎم ﺑﺘﺤﺴﯿﻦ ﻧﻤﻮ ھﺬا اﻟﻨﺒﺎت

ﻣﻘﺎرﻧﺔ ﻣﻊ اﻟﺸﺎھﺪ. ﻛﻤﺎ أن ﺑﻌﺾ ﻧﺒﺎﺗﺎت Q . ilex اﺳﺗﺟﺎﺑت اﯾﺟﺎﺑﯾﺎ ﻟﻠﺗﻌﺎﯾش اﻟﻣﯾﻛورﯾزي ﻣﻊ pinoyi .T.

ان ﻣﺆﺷﺮ اﻟﺘﺒﻌﯿﺔ اﻟﻤﯿﻜﻮرﯾﺰﯾﺔ (IDRM) ھﻮ ﻛﺒﯿﺮ ﻋﻨﺪ اﻟﺼﻨﻮﺑﺮ اﻟﺤﻠﺒﻲ ﻣﻊ ﻛﻼ ﻧﻮﻋﻲ اﻟﺘﺮﻓﺎس ﻣﻘﺎرﻧﺔ ﻣﻊ اﻟﺒﻠﻮط اﻷﺧﻀﺮ ، ﻓﻲ ﺣﯿﻦ أن ھﺬا اﻟﻤﺆﺷﺮ ﯾﺘﻐﯿﺮ ﺗﺒﻌﺎ ﻟﻠﻨﻮع اﻟﻨﺒﺎﺗﻲ و اﻟﻔﻄﺮي اﻟﻤﻠﻘﺢ.

ﻧﺒﺎﺗﺎت P . helepensis و Q . ilex اﻟﻣﻠﻘﺣﺔ ﻓﻲ ظروف اﻟدﻓﯾﺋﺔ أظﮭرت ﺗﻧوع ﺷﻛﻠﻲ ﻓﻲ ectomycorhizes ﺣﯾث pinoyi .T ﺷﻜﻠﺖ ﻣﻊ P . helepensis ﻣﻌطف رﺧو (رﻗﯾق) و ﺧﯾوط ﺷﺑﻛﯾﺔ (réseau d’Hartig). اﻟﻣﻌطف

اﻟﻔطري ﻏﺎﺋب ﻋﻧد اﻟﺑﻠوط اﻷﺧﺿر. ﻛﻣﺎ أن pinoyi .T ﻣﻊ P . helepensis ﻓﻲ ظروف ﻣﻌﻘﻣﺔ ﺗﺷﻛل ectomycorhizes ﺑدون ﻣﻌطف.

اﻟﻛﻠﻣﺎت اﻟﻣﻔﺗﺎﺣﯾﺔ:

اﻟﺗرﻓﺎس، ilex Quercus ،Pinus helepensis ،Terfezia leptoderma ،pinoyi Tirmania، ﺗﺮﻛﯿﺒﺎت

ﺗﺠﺮﯾﺒﯿﺔ ﻟﻠﺘﻌﺎﯾﺶ اﻟﻤﯿﻜﻮرﯾﺰي ectomycorhizes. Résumé:

Notre étude porte sur le pouvoir mycorhizien, en conditions gnotoxéniques et axéniques, de deux espèces de terfez (Tirmania pinoyi et Terfezia leptoderma) sur le développement de deux essences forestières le pin d’Alep (Pinus halepensis) et le chêne vert (Quercus ilex). Des synthèses mycorhiziennes entre ces deux espèces de terfez et les deux espèces forestières ligneuses ont été réalisées en conditions gnotoxéniques sur un substrat naturel, et entre T. pinoyi et P. halepensis et en conditions axéniques sur perlite imprégnée de solution nutritive. Après 16 mois de culture en serre et 09 mois en chambre culture, les résultats ont montré que l’inoculation de P. halepensis par T. pinoyi ou par T. leptoderma améliore significativement la croissance des plants par rapport aux témoins. Quelques plants de chêne vert répondent positivement à l’inoculation par T. pinoyi.

L’indice de dépendance mycorhizienne (IDMR) est plus élevé chez le pin d’Alep mycorhizé par les deux espèces de terfez que chez le chêne vert, cependant, il varie selon l’espèce végétale et le champignon inoculé.

Les plants de P. halepensis et de Q. ilex mycorhizés, en conditions de serre, présentent une diversité morphologique des ectomycorhizes. T. pinoyi forme avec P. halepensis des ectomycorhizes avec un manteau lâche (peu épais) et un réseau d’Hartig. Le manteau fongique est absent chez le chêne vert. T. pinoyi forme avec P. halepensis en conditions axéniques également des ectomycorhizes sans manteau.

Mots clés:

Terfez; Terfezia; Tirmania; P. Halepensis; Quercus. Ilex; Synthèses Mycorhiziennes; Ectomycorhizes; Synthèses Axéniques; Pin d’Alep; Chêne Vert.