BIOLOGIA E POTENCIAL DO ÁCARO PREDADOR Protogamasellopsis Zaheri (MESOSTIGMATA: RHODACARIDAE) COMO AGENTE DE CONTROLE DO NEMATO

UNIVERSIDADE ESTADUAL PAULISTA - UNESP CÂMPUS DE JABOTICABAL

BIOLOGIA E POTENCIAL DO ÁCARO PREDADOR Protogamasellopsis zaheri (MESOSTIGMATA: RHODACARIDAE) COMO AGENTE DE CONTROLE DO NEMATOIDE DE GALHA Meloidogyne incognita (TYLENCHIDA: MELOIDOGYNIDAE)

Thais Juliane do Prado Engenheira Agrônoma

2018

UNIVERSIDADE ESTADUAL PAULISTA - UNESP CÂMPUS DE JABOTICABAL

BIOLOGIA E POTENCIAL DO ÁCARO PREDADOR Protogamasellopsis zaheri (MESOSTIGMATA: RHODACARIDAE) COMO AGENTE DE CONTROLE DO NEMATOIDE DE GALHA Meloidogyne incognita (TYLENCHIDA: MELOIDOGYNIDAE)

Thais Juliane do Prado Orientador: Prof. Dr. Raphael de Campos Castilho Coorientador: Prof. Dr. Pedro Luiz Martins Soares

Dissertação apresentada à Faculdade de Ciências Agrárias e Veterinárias – Unesp, Câmpus de Jaboticabal, como parte das exigências para a obtenção do título de Mestre em Agronomia (Entomologia Agrícola).

2018

Prado, Thais Juliane do P896b Biologia e potencial do ácaro predador Protogamasellopsis zaheri (mesostigmata: rhodacaridae) como agente de controle do nematoide de galha Meloidogyne incognita (tylenchida: meloidogynidae) / Thais Juliane do Prado. – – Jaboticabal, 2018 iii, 32 p. ; 29 cm

Dissertação (mestrado) - Universidade Estadual Paulista, Faculdade de Ciências Agrárias e Veterinárias, 2018 Orientador: Raphael de Campos Castilho Banca examinadora: Gilberto José de Moraes, Mario Massayuki Inomoto Bibliografia

1. Ácaros de solo. 2. Controle biológico. 3. Fitonematoides. I. Título. II. Jaboticabal-Faculdade de Ciências Agrárias e Veterinárias.

CDU 595.42:632.937

Ficha catalográfica elaborada pela Seção Técnica de Aquisição e Tratamento da Informação – Diretoria Técnica de Biblioteca e Documentação - UNESP, Câmpus de Jaboticabal.

DADOS CURRICULARES DA AUTORA

Thais Juliane do Prado, nascida em São Paulo/SP, em quatro de junho de 1988. Técnica em Nutrição e Dietética pelo Centro Paula Souza, “Etec José Martimiano da Silva”, de Ribeirão Preto/SP, em 2007. Engenheira Agrônoma pela Faculdade de Ciências Agrárias e Veterinárias (FCAV), Universidade Estadual Paulista (UNESP), câmpus de Jaboticabal, em 2014. Bolsista PROEX (Pró-Reitoria de Extensão Universitária) no programa UNATI (Universidade Aberta a Terceira Idade) vinculado ao PISC (Programa de Integração Social Comunitária) em 2010 e 2011. Bolsista Capes/Brafagri em intercambio acadêmico na universidade francesa Montpellier SupAgro, onde cursou o «Master international» em «Sciences et technologies de l'agriculture, de l'alimentation et de l'environnement» de agosto/2011 a agosto/2012. Realizou atividade voluntária de caráter extensionista no ensino de alimentação e cultura às crianças alunas do colégio francês Las Cazes, dentro do projeto «Alimentation et Culture», do programa do governo francês «Les Cordées de la réussite» durante o segundo semestre de 2011. Estagiária do centro de pesquisa francês CIRAD (Centre de coopération internationale en recherche agronomique pour le développement), com estudo intitulado «Caractérisation du modèle Pest LCI pour l’estimation des émissions de produit phytosanitaire après application sur la culture de tomate» sob orientação do Dr. Mitchel Burns e Dr. Aurélie Perrin, de maio a julho de 2012. Realizou estágio curricular de graduação na empresa AGROEXATA, conduzindo área experimental e realizando o monitoramento de pragas e doenças na cultura do café e do feijão na fazenda do grupo ZANCANARO, região de Cristalina/GO, no segundo semestre de 2013. Foi Professora Voluntária de Botânica no NAV (Núcleo de Apoio ao Vestibulando), curso comunitário gratuito de preparo ao vestibular, durante o ano de 2014 e 2015. Iniciou o Mestrado em março de 2016 no Programa de Pós-Graduação em Agronomia (Entomologia Agrícola) da FCAV/UNESP, câmpus de Jaboticabal/SP, sob orientação do Prof. Dr. Raphael de Campos Castilho.

DEDICO

Aos meus pais, Edna Regina Roque do Prado e José Roberto do Prado. Aos meus irmãos, Thiago Roberto do Prado e Vanessa Regina do Prado. Aos meus familiares e em especial ao meu tio, Nilton Ferri Roque. A grande matriarca da minha família materna, minha avó Laura Ferri Roque. Aos meus avós paternos, Felicia Elvira Selverio do Prado e José Luiz do Prado . Aos meus eternos amigos, Leandro Costa, Leticia Estoraro, Priscila Ambrozio e Samara Poch. AGRADECIMENTOS

À FCAV – Unesp de Jaboticabal, por tornar possível meu título de Mestre, juntamente com todos os docentes do Programa de Pós-Graduação em Agronomia (Entomologia Agrícola) do Departamento de Fitossanidade, instituição na qual me orgulho e profissionais que admiro e me inspiram. Ao Conselho Nacional de Desenvolvimento Científico e Tecnológico (CNPq) pelo suporte financeiro. Ao Prof. Dr. Raphael de Campos Castilho pela orientação durante o Mestrado, sempre solícito e paciente, que tratou com respeito minhas limitações e ofereceu liberdade e suporte na medida para o desenvolver do espírito científico, se colocando favorável aos desafios que estivesse disposta a encarar. Ao Prof. Dr. Pedro Luiz Martins Soares pela coorientação durante o Mestrado, que permitiu meu desenvolvimento na área da nematologia agrícola juntamente com toda sua equipe maravilhosa do LabNema, que me ajudaram com todo o processo para aquisição da suspensão de nematoides, todos foram adoráveis. Ao Emiliano Brandão de Azevedo, meu grande amigo, que não mediu esforços em colaborar com meu progresso e dos demais. Se existe um Deus traçando meu caminho, só posso dizer que ele quem o colocou no meu. Aos amigos do PPG Agronomia (Entomologia Agrícola) da FCAV/UNESP, Câmpus de Jaboticabal pelos sorrisos e choros compartilhados nesses dois anos, muito companheirismo nas atividades acadêmicas, rotinas de laboratório, e nos momentos de diversão. Nunca teria sido tão bom quanto foi se vocês não tivessem feito parte disso e em especial à Barbara Junqueira, Diandro Barilli, Hurian Holzhausen, Maiara Cruz e Stéfane Faria. Ao médico terapeuta Dr. Robson Miranda Costa que me ofereceu neste último ano imensurável auxilio no desenvolvimento de saúde mental melhorando minha qualidade de vida. i

SUMÁRIO Página

RESUMO ii ABSTRACT iii 1. INTRODUÇÃO 1 2. REVISÃO DE LITERATURA 3 2.1. Fitonematoides 4 2.2. Nematoides de galha, Meloidogyne spp. 4 2.3. Biologia de Meloidogyne spp 5 2.4. Manejo de fitonematoides 7 2.5. Controle biológico de fitonematoides com ácaros predadores 8 3. MATERIAL E MÉTODOS 11 3.1. Espécimes de Meloigogyne incógnita 11 3.2. Espécimes de Protirhabditis axei 11 3.3. Espécimes de Protogamasellopsis zaherie e Aleuroglyphus ovatus 12 3.4. Predação e oviposição de Protogamasellopsis zaheri em diferentes presas 12 3.5. Biologia de Protogamasellopsis zaheri com Meloigogyne incognita como alimento 13 3.6. Predação in vitro de Meloigogyne incógnita 14 4. RESULTADOS 16 4.1. Predação e oviposição de Protogamasellopsis zaheri em diferentes presas 16 4.2. Biologia de Protogamasellopsis zaheri com Meloigogyne incognita como alimento 16 4.3. Predação in vitro de Meloigogyne incognita 18 5. DISCUSSÃO 19 6. REFERÊNCIAS 24 ii

BIOLOGIA E POTENCIAL DO ÁCARO PREDADOR Protogamasellopsis zaheri (MESOSTIGMATA: RHODACARIDAE) COMO AGENTE DE CONTROLE DO NEMATOIDE DE GALHA Meloidogyne incognita (TYLENCHIDA: MELOIDOGYNIDAE)

Resumo – O nematoide de galha, Meloidogyne incognita, é o mais importante fitonematoide na agricultura mundial. Esse fitonematoide está entre as pragas agrícolas de mais difícil controle, pela sua alta capacidade reprodutiva, ampla gama de plantas hospedeiras, além da existência de diferentes raças da espécie, dificultando a seleção de cultivares aliem resistência ao ataque de nematoides e boa produtividade agrícola. O controle biológico de fitonematoides com ácaros predadores edáficos pode ser uma promissora alternativa, uma vez que nematoides fazem parte da dieta de alguns grupos de ácaros. Além disso, os ácaros são capazes de se alimentar das formas infectivas de M. incognita, antes que estas causem injúrias as raízes. Sendo assim, o objetivo deste estudo foi conhecer a biologia do ácaro predador Protogamasellopsis zaheri (Mesostigmata: Rhodacaridae), encontrado na literatura como possível agente de controle biológico de fitonematoides, tendo o nematoide de galha, M. incognita, como presa, além de avaliar o potencial deste ácaro predador no controle deste fitonematoide, em condições in vitro. A biologia de P. zaheri foi conduzida com juvenis recém-eclodidos (J2) de M. incognita, em câmara climatizada a 25 ± 1°C, 95 ± 5% UR e na ausência de luz. Para os testes do potencial de predação no solo foram realizados dois tratamentos, com liberação de 15 fêmeas de P. zaheri e sem liberação de predadores, para um solo com cerca de 500 J2 ativos de M. incognita, durante sete dias. Os resultados do presente trabalho demonstraram que M. incognita é um alimento favorável para P. zaheri, com o ácaro predador completando seu ciclo de vida (ovo-adulto) em 9,9 dias e se multiplicando tendo este fitonematoide como presa, com uma alta sobrevivência (+ 97% ovo-adulto). No estudo em solo, verificou- se que P. zaheri diminuiu a população de M. incognita em cerca de 68% em relação a testemunha, levando em consideração a mortalidade corrigida. O desempenho de P. zaheri neste estudo sugere que ele seja capaz de se desenvolver em solos com a presença de M. incognita, e que possa estar relacionado com o balanço populacional deste fitonematoide, agindo no seu controle populacional.

Palavras-chaves: Ácaros de solo, controle biológico, fitonematoides iii

BIOLOGY AND POTENTIAL OF PREDATORY MITE Protogamasellopsis zaheri (MESOSTIGMATA: RHODACARIDAE) AS CONTROL AGENT OF THE ROOT- KNOT NEMATODE Meloidogyne incognita (TYLENCHIDA: MELOIDOGYNIDAE)

Abstract – The root-knot nematode, Meloidogyne incognita, is the most important plant-parasitic nematode worldwide. This nematode is among the most difficult pest to control in the crops due to its high reproductive capacity, wide range of host plants, and the existence of different races of the species, making it difficult to select resistant or tolerant cultivars that combine resistance and productivity. Biological control of nematodes with soil predatory mites may be a promising alternative, because nematodes are part of the diet of some groups of mites. In addition, the edaphic predatory mites are able to feed on the infective forms of M. incognita, before that they cause injury to the roots. Therefore, the objective of this study was to know the biology of the predatory mite Protogamasellopsis zaheri (Mesostigmata: Rhodacaridae), described in the literature as a possible biological control agent of nematodes, with the root-knot nematode M. incognita as prey, and to evaluate the potential of this predatory mite in the control of this nematode, under in vitro conditions. The biology of P. zaheri was conducted with freshly hatched juveniles (J2) of M. incognita, in a room at 25 ± 1 °C, 95 ± 5% RH and in the dark. For the tests of predation potential in the soil, two treatments were carried out, with release of 15 females of P. zaheri and without release of predators, for a soil with about 500 J2 active of M. incognita, during seven days. The results of the present study demonstrated that M. incognita is a favorable food for P. zaheri, with the predatory mite completing its life cycle (egg-adult) in 9.9 days, with reproduction and a high survival (+ 97% egg-adult). In the soil study, it was verified that P. zaheri decreased the M. incognita population about 68% in relation to the control, taking into account the corrected mortality. The performance of P. zaheri in this study suggests that it is capable of developing in soils with the presence of M. incognita, and that may be related to the population balance of this nematode, acting in its population control.

Key words: Edaphic mites, biological control, plant-parasitic nematodes 1

1. INTRODUÇÃO

Os fitonematoides causam danos econômicos em praticamente todas as partes do mundo, principalmente em regiões tropicais e subtropicais onde as condições ambientais e as práticas dentro dos sistemas de cultivos agrícolas favorecem o desenvolvimento destas pragas (LUC; SIKORA; BRIDGE, 2005). Dentre os fitonematoides de importância agrícola, os Meloidogyne, conhecidos como nematoides de galha, são os que parasitam a maior gama de plantas cultivadas, com poucas espécies de plantas não hospedeiras (WILLIAMS-WOODWARD; DAVIS, 2001). Por isso, esse gênero de fitonematoides é considerado um dos mais importantes na agricultura mundial (JONES et al., 2013). Dos danos causados pelos Meloidogyne nos trópicos, 90% deles estão ligados às espécies Meloidogyne arenaria (Neal), Meloidogyne incognita (Kofoid & White) e Meloidogyne javanica (Treub) (CASTAGNONE-SERENO, 2002). No Brasil, M. incognita é um importante parasita das raízes de soja e um dos principais fitonematoides na cultura do algodão, café e em olerícolas (ROSA; WESTERICH; WILCKEN, 2013; SUASSUNA et al., 2006; GRIGOLLI; ASMUS, 2014). O ciclo de vida de Meloidogyne inicia-se com os ovos que são depositados pela fêmea numa matriz gelatinosa, a "ooteca", sobre as galhas. O desenvolvimento embrionário resulta na formação de um juvenil (J1), no interior do ovo. Após a eclosão, o juvenil de segundo estádio (J2) constitui a forma infectiva em plantas (LORDELLO, 1964). Os Meloidogyne estão entre as pragas agrícolas de mais difícil controle, pela sua alta capacidade reprodutiva, ampla gama de plantas hospedeiras, e presença de raças que dificultam a seleção de cultivares resistentes ou tolerantes que aliem resistência e produtividade (PINHEIRO, 2018). Ainda não se comprovou a existência de nematicidas de baixa toxicidade com potencial de reduzir significativamente a população de nematoides ao longo do ciclo das culturas que justifique a não utilização de outras medidas de controle (GRIGOLLI; ASMUS, 2014). O sucesso do controle em áreas infestadas depende de um conjunto de medidas associadas, como rotação de cultura e pousio, visando principalmente reduzir o nível populacional e impedir a sua multiplicação (OLIVEIRA et al., 2009). 2

O controle biológico com microorganismos vem se destacando como uma ferramenta mais sustentável e viável ao manejo dos fitonematoides, com período de ação maior e sem efeitos danosos ao meio ambiente e ao homem (SOARES et al., 2017). Por ficarem expostos, os ovos e J2 de Meloidogyne são as formas mais vulneráveis ao controle biológico, sendo acessíveis aos agentes não endofíticos, antes que o nematoide penetre a raiz da planta hospedeira. A procura por agentes de controle biológico de fitonematoides tem se intensificado em todo mundo, e dentre os organismos promissores estão os ácaros edáficos da ordem Mesostigmata (CASTILHO; VENANCIO; NARITA, 2015; MORAES et al., 2015). Diversas espécies de ácaros predadores foram relatadas se alimentando de nematoides, porém poucas com estudos sobre o potencial no controle destas pragas, como é o caso de ácaros predadores das famílias Rhodacaridae, Ascidae e Blattisociidae (CASTILHO; VENANCIO; NARITA, 2015; MORAES et al., 2015). O ácaro predador Protogamasellopsis zaheri Abo-Shnaf, Castilho & Moraes (Mesostigmata: Rhodacaridae), citado como Protogamasellopsis posnaniensis Wisniewski & Hirschmann, demonstrou resultados promissores ao se alimentar sobre o nematoide de vida livre Protorhabditis sp. (CASTILHO et al., 2009). Além disso, P. zaheri demonstrou um bom potencial de controle de fitonematoide em plantas de soja, em pré-testes realizados em casa de vegetação (CASTILHO, R.C., dados não publicados), o que despertou a necessidade de mais estudos direcionados ao potencial de predação dessa espécie. No solo, estes ácaros se alimentariam justamente da forma infectiva dos fitonematoides. Sendo assim, o objetivo deste estudo é conhecer a biologia do ácaro predador P. zaheri tendo o nematoide de galha, M. incognita, como presa, além de avaliar o potencial deste ácaro predador no controle deste fitonematoide, em condições in vitro. 3

2. REVISÃO DE LITERATURA

2.1. Fitonematoides

Os nematoides são organismos aquáticos microscópicos, de formato vermiforme apresentam o corpo cilíndrico não segmentado (PERRY, 1996). A maioria dos nematoides encontrados no solo são de vida livre, bacteriófagos ou micófagos (WILLIAMSON; KUMAR, 2006). No entanto, os nematoides parasitos de planta, conhecidos como fitonematoides, são os que recebem maior atenção devido aos prejuízos econômicos significativos que provocam em uma grande variedade de cultivos agrícolas (SIKORA; FERNANDEZ, 2005; DIAS et al., 2010; HIRAKURI et al., 2015). Os prejuízos devido à ação dos fitonematoides podem chegar a ordem de 12,3% da produção agrícola mundial (SASSER; FRECKMAN, 1987), com perdas monetárias de aproximadamente 100 bilhões de dólares ao ano (SASSER; FRECKMAN, 1987; TIHOHOD, 2000). Os fitonematoides possuem o aparelho bucal composto por um estilete que perfura a célula vegetal, com posterior injeção de toxinas e enzimas, se alimentando do conteúdo celular das plantas. Esses organismos podem ter hábito parasitário endofítico (endoparasitos) ou ectofítico (ectoparasitos), assim como serem sésseis, formando um sítio de alimentação que causa um sintoma visual conhecido por galhas, ou migradores, causando um sintoma visual de necrose (TRUDGIL; BLOK, 2001). Os fitonematoides atacam muitas culturas extensivas, envolvidas num sistema de cultivo de alta tecnologia e importantes do ponto de vista econômico, como soja, milho, algodão, café e cana de açúcar (GOULART, 2008; FERRAZ; BROWN, 2016). Além disso, podem atacar culturas de subsistência, importantes do ponto de vista social e de impacto regional (ROSA et al., 2014) A relação dos fitonematoides com a agricultura brasileira vem desde o período do café, em 1878, quando o naturalista francês Clément Jobert a convite do Governo imperial veio ao Brasil e chamou a atenção em sua pesquisa para o declinio do cafeeiro em cafezais da então Província do Rio de Janeiro, sendo 4 causado por fitonematoide (LORDELLO, 1964). Nas culturas da soja e da batata, os problemas com fitonematoides já causavam preocupação no ano agrícola 1951/52, quando começou uma busca por controle químico via fumigação e controle cultural com cultivares resistentes (BOOCK, 1951; SILVA; LORDELLO; MIYASAKA, 1952). Os fitonematoides estão entre as pragas agrícolas de mais difícil controle (CHITWOOD, 2002). Essas pragas causam danos as culturas agrícolas por todo o globo, mas são particularmente mais importantes nos trópicos e subtrópicos, onde as condições ambientais e as práticas agrícolas favorecem o seu desenvolvimento (LUC; SIKORA; BRIDGE, 2005). sendo o gênero Meloidogyne o mais importante (FREITAS; OLIVEIRA; FERRAZ, 2009).

2.2. Nematoides de galha, Meloidogyne spp.

Os nematoides pertencentes ao gênero Meloidogyne, conhecidos como nematoides de galha, são os mais importantes nematoides fitopatogênicos. Esses se desenvolvem em uma enorme gama de hospedeiros, sendo parasitos de plantas de diversas culturas de importância agrícola, causando grandes danos aos cultivos, com uma ampla distribuição geográfica, sendo poucas as espécies de plantas cultivadas não hospedeiras (WILLIAMS-WOODWARD; DAVIS, 2001; FREITAS et al., 2009). A infecção dos Meloidogyne spp. induz nas plantas os sintomas de crescimento reduzido, murcha das folhas nas horas mais quentes, e clorose, dando a aparência de planta com deficiência mineral. Esses sintomas são consequência da formação abundante de galhas nas raízes, que bloqueiam a absorção de água e de nutrientes no solo (CHARCHAR, 1995; CHARCHAR et al., 2003). As perdas causadas por estes nematoides podem ser substanciais, sendo consequência dos danos diretos do seu parasitismo e/ou dos danos indiretos, causados por microrganismos oportunistas que se aproveitam da lesão causada pelo nematoide para infectar a planta (SASSER, 1979; LUC; SIKORA; BRIDGE, 2005). As três espécies dentro do gênero Meloidogyne mais amplamente encontradas nos trópicos são M. arenaria, M. incognita e M. javanica. Todas essas 5 espécies são consideradas pragas-chaves e contabilizam 90% dos danos causados por nematoides de galha (CASTAGNONE-SERENO, 2002). No Brasil, M. incognita e M. javanica já foram considerados os principais nematoides chaves na cultura da soja, com predominância desta última espécie (DALL’AGNOL; ANTÔNIO; BARRETO, 1984; SHARMA; RODRIGUEZ, 1982). Com a expansão da sojicultura para o centro-oeste, em áreas de cerrado e sob sistema de plantio direto, o nematoide das lesões radiculares, Pratylenchus brachyurus (Godfrey), passou a ser o mais problemático para os produtores (GOULART, 2008). Mesmo assim M. incognita e M. javanica não deixaram de ser importantes para esta cultura, afetando negativamente sua produção e trazendo prejuízos econômicos consideráveis (GRIGOLLI; ASMUS, 2014). O ataque destes nematoides na soja diminui a competitividade agrícola, estando entre os problemas mais sérios de ordem fitossanitária nas regiões produtoras (NUNES; MONTEIRO; POMELA, 2010; GRIGOLLI; ASMUS, 2014). Os nematoides de galha são também muito prejudiciais às culturas olerícolas (ROSA; WESTERICH; WILCKEN, 2013). Em um levantamento de nematoides de galha em áreas produtoras de olerícolas no estado de São Paulo constatou-se que 45% das amostras coletadas estavam infestadas com Meloidogyne spp., cuja frequência de ocorrência de M. incognita foi 70% e de M. javanica 27% (ROSA; WESTERICH; WILCKEN, 2013). No Brasil, estes nematoides podem causar perdas de 14 a 24% em tomateiro e de até 80% em pepino quando cultivados a campo, e nos cultivos protegidos as perdas são maiores e variam de 15 a 44% em tomateiro, e de até 100% em pepino (CHARCHAR et al., 2003). Em casa de vegetação, os prejuízos causados pelos nematoides são maiores do que a campo, devido a ocorrência de temperaturas mais elevadas neste ambiente, favorecendo a reprodução mais rápida dos nematoides (CHARCHAR et al., 2003).

2.3. Biologia de Meloidogyne spp.

A fêmea madura de uma espécie de Meloidogyne deposita seus ovos agrupados, envoltos por uma matriz gelatinosa que os protege principalmente contra 6 o dessecamento. Em média são depositados de 400 a 500 ovos por fêmea. A massa de ovos pode ser colocada no interior do tecido da planta, ou quando a fêmea consegue romper o córtex radicular e emergir à superfície da raiz, deposita os ovos no exterior das raízes (LORDELLO, 1956). Dentro do próprio ovo ocorre a primeira fase de desenvolvimento larval, formando o juvenil de primeiro estádio (J1). A partir da segunda muda, o juvenil de segundo estádio (J2) eclode do ovo, sendo J2 a forma infectiva. Após a eclosão, J2 pode buscar um novo hospedeiro ou permanecer na mesma planta (autoinfestação) (LORDELLO, 1956; FERRAZ; BROWN, 2016). Enquanto não encontra uma planta hospedeira, J2 de Meloidogyne não é capaz de se alimentar, paralisando seu desenvolvimento e sobrevivendo apenas de suas reservas lipídicas. Essa fase é o estádio de maior vulnerabilidade deste fitonematoide, com condições adversas, em decorrência, por exemplo, de falta de umidade, calor ou frio excessivo, pela exposição à luz do sol (FERRAZ; BROWN, 2016), além da exposição aos inimigos naturais. Para infecção das plantas, o juvenil é atraído pelos exsudatos das raízes das plantas hospedeiras, migrando em sua direção. Ao entrar em contato com a raiz, ele a penetra e caminha entre as células até chegar ao cilindro central onde se instala, tornando-se sedentário (FERRAZ; BROWN, 2016). Ao se instalar na planta, Meloidogyne injeta produto de suas glândulas esofagianas nas células ao redor da sua região anterior, e tais substâncias provocam a hipertrofia das células, causando o sintoma típico de parasitismo de Meloidogyne que é a formação de galha no sistema radicular (BIRD, 2004). Essas células hipertrofiadas são resultados de sucessivas mitoses incompletas, tornando-se multinucleadas e com citoplasmas densos que nutrirá o juvenil de Meloidogyne. O juvenil tem sua morfologia alterada, adquirindo a forma referida como de “salsicha” (larva parasita). Em seguida ocorre a transformação de juvenil para adulto, e a fêmea adulta adquire a forma de pêra, com seu sistema reprodutor maduro, iniciando a oviposição dos 20 a 30 dias após infecção, conforme a espécie e a temperatura (LORDELLO, 1964; HUANG, 1985; BIRD; KALOSHIAN, 2003). Quando o juvenil se transforma em um macho, passa por um processo intenso de reorganização, voltando a forma vermiforme e libertando-se da cutícula 7 da larva parasita, saindo em busca de uma fêmea para cópula. A cópula não é obrigatória para que as fêmeas se reproduzam, podendo ocorrer partenogênese (TYLER, 1933; BIRD; KOLTAI, 1999).

2.4. Manejo de fitonematoides

O manejo de fitonematoides é muito complexo, pois, uma vez presente em uma área de cultivo, a erradicação desses organismos é praticamente impossível. Entretanto, após a sua introdução na área devem ser utilizados diferentes métodos de controle, levando à redução das populações a níveis toleráveis (CAMPOS; SOUZA; SOUZA, 1998). Os métodos de controle de fitonematoides são diversos, e a melhor maneira de lidar com o problema é aliar os diferentes métodos de controle de maneira que se complementem, dentro dos preceitos do Manejo Integrado de Fitonematoides (OLIVEIRA et al., 2009). O controle químico é a uma das opções no manejo de fitonematoides. Alguns produtos aplicados em tratamento de sementes apresentam resultados favoráveis ao desenvolvimento da cultura, podendo diminuir perdas de produtividade (GRIGOLLI; ASMUS, 2014). No entanto, o uso de produtos químicos vem sendo reavaliado devido ao perigo que oferecem ao meio ambiente, seu alto custo e diminuição de efetividade devido a aplicações contínuas (DONG; ZHANG, 2006). Além disso, ainda não se comprovou a existência de nematicidas com potencial de reduzir significativamente a população de nematoides na área que justifique a não utilização de outras medidas de controle (GRIGOLLI; ASMUS, 2014). Outras medidas conhecidas para o controle de fitonematoides são o uso de cultivares resistentes, rotação de cultura, pousio, arações profundas e solarização (TAYLOR; SASSER, 1978; OLIVEIRA et al., 2009). No entanto, todas elas têm suas limitações, seja de ordem operacional, temporal ou financeira, que restringem a adoção pelos produtores (OLIVEIRA et al., 2009; DIAS et al., 2010). A busca por outras medidas de controle de fitonematoides, com maior eficiência e sustentabilidade, é uma preocupação mundial (FERRAZ; FREITAS, 2004; HALBRENDT; LAMONDIA, 2004). Métodos alternativos de controle têm sido estudados, como o uso de extratos de diferentes espécies de plantas com 8 propriedades nematicidas (FERRIS; ZHENG, 1999; NEVES et al., 2005), o desenvolvimento de cultivares mais resistentes por meio do melhoramento genético de plantas (SILVA; FERRAZ; ARIAS, 2001; WILLIAMSON; KUMAR, 2006), controle biológico microbiano (NUNES; MONTEIRO; POMELA, 2010). Recentemente foram realizados estudos do uso de ácaros predadores como agentes de controle biológico de nematoides (CHEN et al., 2013; XU et al., 2014; STIRLING; STIRLING; WALTER, 2017), e os resultados apontam para um potencial no manejo de fitonematoides.

2.5. Controle biológico de fitonematoides com ácaros predadores

Os ácaros são uns dos mais abundantes artrópodes do solo, exercendo importante papel nas interações da biota do solo (KOEHLER, 1999). Diversas famílias de ácaros são compostas por predadores, com destaque para ácaros do grupo Gamasina da ordem Mesostigmata (CASTILHO; VENANCIO; NARITA, 2015). Os Mesostigmata são predominantemente edáficos e correspondem a 20% do total de espécies de ácaros descritas no mundo (CASTILHO; VENANCIO; NARITA, 2015). Esses ácaros predadores estão no topo da cadeia alimentar da mesofauna (RUF; BECK, 2005). A utilização de ácaros predadores Mesostigmata edáficos no controle biológico aplicado de algumas pragas que passam parte de seu ciclo de vida no solo é uma realidade em diferentes países. Quatro espécies são comercializadas na Europa e EUA [Gaeolaelaps aculeifer (Canestrini), Stratiolaelaps miles (Berlese) e Stratiolaelaps scimitus (Womersley), todos da família Laelapidae, e Macrocheles robustulus (Berlese), da família Macrochelidae], utilizadas principalmente no controle de larvas de moscas Sciaridae (Diptera) e pupas de tripes (Thysanoptera) (AZEVEDO et al., 2015; MOREIRA; MORAES, 2015). Stratiolaelaps scimitus já é comercializado no Brasil para controle de Sciaridae (MOREIRA; MORAES, 2015). Práticas agrícolas mais sustentáveis incluem um manejo que aumente a biodiversidade do solo e esforços vêm sendo feitos para estimular a ocorrência natural de organismos antagonistas às pragas em solos agrícolas, como os ácaros predadores (YEATES et al., 1997; PARRON et al., 2015). Em termos globais, práticas agrícolas, como a utilização de produtos químicos para controle de 9 fitonematoides, causam distúrbios significativos no solo, como mudanças na comunidade de ácaros predadores (ANDRES, 1999; KOEHLER, 1999). Essa tendência foi demonstrada por Azevedo (2017) e Junqueira (2017), onde o número de ácaros Gamasina coletados em área natural foi maior do que em áreas de cultivo agrícola, decrescendo de acordo com o aumento da intensidade das intervenções antrópicas (práticas agrícolas). Os nematoides são um importante recurso alimentar, de qualidade nutricional significativa, para várias espécies de predadores do solo, incluindo os ácaros predadores (WALTER, 1988). A maioria dos predadores que ocorrem no solo com frequência incluem nematoides em sua dieta, aumentando o número de ovos postos e/ou se desenvolvendo mais rapidamente (WALTER, 1988). Publicações diversas sobre o hábito alimentar dos ácaros Mesostigmata sugerem que estes sejam um importante fator de mortalidade natural das populações de nematoides no solo (WALTER, 1988). Alguns ácaros são predadores de nematoides (KOEHLER, 1999), por isso, o controle biológico de nematoides com ácaros predadores vem sendo estudado e explorado (CASTILHO; VENANCIO; NARITA, 2015). Uma das vantagens para utilização de ácaros predadores no controle biológico de fitonematoides é o tamanho diminuto destes que possibilita o acesso aos pequenos canais e poros do solo. Além disso, os Gamasina possuem rápido tempo de geração (geralmente ovo-adulto em menos de dez dias) (WALTER, 1988; CASTILHO; VENANCIO; NARITA, 2015), e são facilmente criados em laboratório, o que permite uma produção massal para uso no controle biológico inundativo (CASTILHO et al., 2009). Algumas famílias de Mesostigmata possuem espécies edáficas com potencial no controle biológico de fitonematoides, como Ascidae, Blattisocidae, Laelapidae, Macrochelidae, Melicharidae, Ologamasidae, Parasitidae e Rhodacaridae (AMIN; MOWAFE; FATMA, 1999; CHEN et al., 2013; XU et al., 2014; CASTILHO; VENANCIO; NARITA, 2015; MORAES et al., 2015; AZEVEDO et al., 2015; MOREIRA; MORAES, 2015; STIRLING; STIRLING; WALTER, 2017). Segundo Castilho, Venancio e Narita (2015), ácaros da família Rhodacaridae foram relatados por diversas vezes predando nematoides. Walter e Kaplan (1990) relataram a associação de espécies de Protogamasellopsis spp. (Rhodacaridae) 10 associadas a raízes de citros, na Florida, EUA, suspeitando que estes possam estar se alimentando de nematoides daquela região. Castilho et al. (2009) obtiveram resultados promissores estudando o potencial de predação de Protogamasellopsis zaheri Abo-Shnaf, Castilho & Moraes (Rhodacaridae), citado como Protogamasellopsis posnaniensis Wisniewski & Hirschmann, sobre o nematoide Protorhabditis sp., com alta taxa de oviposição (6.3 ± 0.3 ovos por dia) e sobrevivência (98%). Além disso, P. zaheri demonstrou um bom potencial de controle de Pratylenchus brachyurus (Godfrey) (Nematoda: Pratylenchidae) (mais de 60% de mortalidade em relação a testemunha) em plantas de soja em pré-testes realizados em casa de vegetação (CASTILHO, R.C., dados não publicados). 11

3. MATERIAL E MÉTODOS

3.1. Espécimes de Meloigogyne incognita

Os espécimes de M. incognita usados no estudo foram oriundos de uma população de Barreiras/BA, mantidos em casa de vegetação do Laboratório de Nematologia, Departamento de Fitossanidade, Faculdade de Ciências Agrárias e Veterinárias (FCAV), Universidade Estadual Paulista (UNESP), câmpus Jaboticabal. Para o presente estudo, estes fitonematoides foram extraídos de raízes de algodoeiro (Gossypium hirsutum cv. FiberMax 966LL) infectados três meses antes do início da montagem do presente estudo. Para a extração dos ovos de M. incognita das raízes utilizou-se a técnica de Hussey e Barker (1973), com as modificações introduzidas por Bonetti e Ferraz (1981). As raízes das plantas de algodão foram lavadas delicadamente e cortadas em pedaços de 1,0 cm, sendo trituradas em liquidificador com uma solução de hipoclorito de sódio a 0,5%. As raízes trituradas foram lavadas e peneiradas num conjunto de duas peneiras acopladas, a superior de 250 mesh (aberuras de 0,041mm) e a inferior de 500 mesh (aberuras de 0,025mm). Recuperou-se o que ficou retido na peneira inferior, principalmente ovos do nematoide, para montagem da câmara de eclosão, e obtenção dos juvenis. A câmara de eclosão foi formada em placa de Petri com uma tela de plástico sob lenço de papel folha dupla, de espessura fina, sobre o qual foi depositado o macerado retido na segunda peneira. Após montagem, as câmaras de eclosão permaneceram por 48 horas em ambiente climatizado a 25°C e na ausência de luz. Após esse tempo foi recuperada uma suspensão com os juvenis recém-eclodidos (J2) e montou-se o funil de Baermann (BAERMANN, 1917) por um período de 24 horas, para extração apenas das formas ativas, diminuindo as chances de conter ovos do nematoide.

3.2. Espécimes de Protorhabditis axei

Os espécimes de Protorhabditis axei (Cobbold) (Nematoda: Rhabditidae) foram obtidos de uma criação estoque do Laboratório de Taxonomia e Controle Biológico, Departamento de Fitossanidade, FCAV, UNESP, câmpus de Jaboticabal. Essa criação foi iniciada em 2016 com exemplares oriundos do Laboratório de Acarologia da Escola Superior de Agricultura Luiz de Queiroz (ESALQ), Universidade de São Paulo (USP). A criação foi mantida em potes plásticos de 500 mL, oferecendo vagens picadas de feijão, Phaseolus vulgaris L., como substrato e alimento para seu desenvolvimento. Essas criações foram mantidas em ambiente climatizado a 25 ± 1°C, 95 ± 5% UR e na ausência de luz.

3.3. Espécimes de Protogamasellopsis zaheri e Aleuroglyphus ovatus

Os espécimes de P. zaheri foram obtidos de uma criação estoque do Laboratório de Taxonomia e Controle Biológico, Departamento de Fitossanidade, FCAV, UNESP, câmpus de Jaboticabal. Essa criação foi iniciada em 2014 com exemplares oriundos do Laboratório de Acarologia da ESALQ, USP. A criação foi mantida de acordo com uma adaptação da metodologia de Freire e Moraes (2007), realizada em potes plásticos de 500 mL, tendo como substrato vermiculita umedecida. Os predadores foram alimentados semanalmente com Aleuroglyphus ovatus (Troupeau) (Acari: Astigmatina: Acaridae), em diversos estádios de desenvolvimento. Outra fonte de alimento utilizada para esses predadores foi P. axei, oferecidos em finos pedaços de P. vulgaris. Aleuroglyphus ovatus também foi criado em potes plásticos de 500 mL, sendo alimentado semanalmente com ração canina comercial (Deli Dog). Essas criações foram mantidas em ambiente climatizado a 25 ± 1°C, 95 ± 5% UR e na ausência de luz.

3.4. Predação e oviposição de Protogamasellopsis zaheri em diferentes presas

O método adotado para esse estudo foi baseado em estudos similares conduzidos com ácaros predadores da família Phytoseiidae (FURTADO et al., 2007; 13

VASCONCELOS et al., 2008), adaptado por Castilho et al. (2009) para ácaros edáficos. As unidades experimentais utilizadas corresponderam a placas de Petri plásticas de 2 cm de altura por 3 cm de diâmetro, cuja base foi coberta com uma camada de 0,5 cm de uma mistura de gesso e carvão ativado na proporção 9:1 respectivamente (ABBATIELLO, 1965), mantida sempre úmida pela adição diária de água destilada. Cada unidade experimental foi vedada por um filme de plástico transparente (Magipac®), para evitar a fuga dos ácaros. Todo o experimento foi mantido em câmara climatizada a 25 ± 1°C, 95 ± 5% UR e na ausência de luz. Inicialmente, transferiram-se para cada unidade as seguintes presas: 30 ninfas de A. ovatus, ou uma quantidade não determinada de P. axei (todas as fases) ou de M. incognita (J2), mais que suficiente para o consumo diário de P. zaheri. Neste caso dos nematoides, P. axei foi oferecido em uma fatia da vagem de C. ensiformis, enquanto M. incognita foi inoculado em uma suspensão de 20 microlitros, com o auxilio de uma pipeta automática, no centro da unidade experimental sobre um pedaço de algodão. Em seguida, colocou-se uma fêmea adulta visualmente saudável de P. zaheri em cada unidade experimental. Foram realizadas 30 repetições para cada um dos tratamentos. As presas A. ovatus e P. axei foram testadas pois os predadores são alimentados com as mesmas nas colônias. As unidades foram observadas diariamente durante 11 dias consecutivos para determinação no número de presas mortas (apenas para A. ovatus), o número de ovos postos pelos predadores e sua sobrevivência. Diariamente as presas mortas foram repostas e os ovos dos predadores foram descartados. O número de presas mortas não foi contado quando a presa foi P. axei ou M. incognita, pela dificuldade que isto representava. Os dados do primeiro dia de avaliação foram descartados para não ter influência do alimento em que o predador estava sendo criado. Os dados foram transformados √(x+0,5) e feito o teste de Tukey a 5% para análise de significância.

3.5. Biologia de Protogamasellopsis zaheri com Meloidogyne incognita como alimento

As unidades experimentais utilizadas foram as mesmas do teste anterior. Todo o experimento foi mantido em câmara climatizada a 25 ± 1°C, 95 ± 5% UR e na ausência de luz. Para obtenção de ovos, cerca de 80 fêmeas adultas de P. zaheri em jejum foram transferidas para quatro unidades experimentais, totalizando 20 fêmeas por placa, sendo oferecidos J2 ativos de M. incognita como alimento, sendo recuperado os ovos do ácaro predador com até seis horas de idade. Os 43 ovos obtidos foram individualizados nas unidades experimentais, correspondendo cada unidade experimental a uma repetição. A partir da eclosão, diariamente foram oferecidos como alimento cerca de 500 J2 ativos de M. incognita por unidade experimental. Esses nematoides foram inoculados em uma suspensão de 20 microlitros, com o auxilio de uma pipeta automática, no centro da unidade experimental sobre um pedaço de algodão, em placas previamente umidecidas com água. As observações foram realizadas a cada seis horas da fase de ovo até a emergência do adulto, sendo verificadas a mortalidade e a longevidade de cada estádio de desenvolvimento. A partir da fase adulta as observações foram feitas a cada 24 horas, verificando-se também a oviposição, com a retirada diária dos ovos ovipositados nas unidades experimentais. Cinquenta ovos escolhidos aleatoriamente entre as repetições e em três dias distintos foram separados para teste de taxa de eclosão, sobrevivência de ninfa e razão sexual da prole. Os parâmetros de tabela de vida (SOUTHWOOD, 1978) foram calculados pelo método proposto por Maia, Luiz e Campanhola (2000).

3.6. Predação in vitro de Meloidogyne incognita Para esse estudo foram usados potes de vidro de 120 mL como unidades amostrais. Em cada unidade amostral foram colocados 50 mL de substrato em capacidade de campo, que correspondia a uma mistura de uma parte de solo (Latossolo Vermelho-Escuro) para três partes de areia, esterilizado em autoclave. Em cada unidade experimental, com o auxílio de pipeta automática, foi inoculado 1 mL de suspensão contendo cerca de 500 J2 ativos de M. incognita sobre o substrato. Foram realizados dois tratamentos. No primeiro, considerado testemunha, nenhum ácaro predador foi liberado. No segundo, imediatamente após 15 inoculados os nematoides, foram liberadas 15 fêmeas adultas de P. zaheri sobre o substrato, com auxílio de pincel de cerdas finas. Imediatamente após as inoculações dos nematoides e liberações dos predadores, todos os potes foram vedados com plástico filme e colocados em câmara climatizada a 25 ± 1°C, 95 ± 5% UR e na ausência de luz, permanecendo por sete dias. O ensaio foi estabelecido em três blocos que corresponderam a tempos distintos de montagem do experimento, com oito repetições dentro de cada bloco. Após os sete dias de incubação, as formas ativas de M. incognita foram extraídas de cada unidade por meio do funil de Baermann, num período de 48 horas de extração. A suspensão obtida do funil foi colocada em uma peneira de 500 mesh, recuperando o que ficou retido nela e transferindo para tubos de ensaio que permaneceram em decantação por 24 horas na geladeira. Após decantação, concentrou-se a suspensão de nematoides num total de 4 mL de suspensão, eliminando o sobrenadante. A contagem populacional de nematoides foi feita em microscópio de contraste de fase com o uso da câmara de Peters. Os dados de mortalidade de M. incognita foram analisados pelo teste de Tukey a 1% de probabilidade pelo programa AgroEstat (BARBOSA; MALDONADO JR., 2015). A mortalidade no tratamento com liberação de ácaros foi corrigida utilizando a fórmula de Abbott (1925), descrita a seguir: Mc(%) = [(%Mo - %Mt) / (100 - %Mt)] X 100. Mc = Mortalidade corrigida Mo = Mortalidade observada Mt = Mortalidade na testemunha

4. RESULTADOS

4.1. Predação e oviposição de Protogamasellopsis zaheri em diferentes presas

Todas as espécies oferecidas como presas avaliadas foram predadas por P. zaheri, sendo este capaz de ovipositar ao se alimentar com cada uma delas. A taxa de oviposição na presença de M. incognita foi significativamente menor do que na presença de outras presas, que não diferenciam entre si (F = 738,73; df = 4, 242; p< 0,0001) (Tabela 1). As taxas de sobrevivência dos adultos do predador foram de pelo menos 93,1% para todas as presas avaliadas.

Tabela 1. Média de presas consumidas, oviposição (nº de ovos ± EP) e sobrevivência de Protogamasellopsis zaheri alimentado com ninfas de Aleuroglyphus ovatus, todos os estádios de Protorhabditis axei, ou juvenis de segundo estádio ativos de Meloidogyne incognita, a 25 ± 1°C, 95 ± 5% UR, no escuro. Tatamento Consumo Oviposição Sobrevivência* (ninfas/dia) (ovos/fêm/dia) (%) A. ovatus 17,5 ± 0,6 4,7 ± 0,1 a 100% P. axei - 4,8 ± 0,2 a 93,1% M. incognita - 2,3 ± 0,1 b 96,5% * Ao final de 10 dias Letras com a mesma letra na coluna não diferem significativamente entre si

4.2. Biologia de Protogamasellopsis zaheri com Meloidogyne incognita como alimento

Os estádios de desenvolvimento se diferem em tamanho, número de pernas e pigmentação. Larvas eclodem do ovo após uma média de 3,5 dias (Tabela 2), sendo o estádio mais curto de desenvolvimento com duração média de um dia. O estágio de protoninfa se perdura em média 2,5 dias, estando 32% do tempo em quiescência, período em que não se alimentam. As deutoninfas são um pouco maiores que as protoninfas e tem longevidade média de 2,8 dias, estando 42% do tempo em 17 quiescência. Na terceira e última ecdise, após uma média de 9,9 dias, emerge o adulto com placas mais esclerotizadas. A sobrevivência de ovo-adulto foi superior a 97%.

Tabela 2. Desenvolvimento (dias ± EP) [n] e reprodução de Protogamasellopsis zaheri alimentado com J2 de Meloidogyne incognita a 25 ± 1°C, 95 ± 5% UR, no escuro. Parâmetros Valores Ovo 3,5 ± 0,1 [43] Larva 1,0 ± 0,2 [43] Protoninfa 2,6 ± 0,3 [42] Deutoninfa 2,8 ± 0,4 [42] Ovo – Adulto 9,9 ± 0,6 [42] Viabilidade (ovo-adulto) (%) 97,7 [43] Pré-ovoposição 1,9 ± 0,5 [42] Pós-oviposição 4,5 ± 2,7 [42] Oviposição 23,3 ± 4,7 [31] Ovo/ fêmea / dia 1,9 ± 0,3 [31] Fecundidade 44,2 ± 7,9 [31] Razão sexual parental (% de fêmeas) 100 [43] Razão sexual progênie (% de fêmeas) 100 [50]

O período de oviposição se inicia em média 1,9 dias após a emergência dos adultos, e dura em média 23,2 dias com oviposição média diária de 1,9 ovos por fêmea. Durante todo o estudo foram obtidas apenas fêmeas. O período de pós- oviposição é curto em relação ao período de oviposição, durando em média 4,1 dias. A longevidade média dos adultos foi de 29,6 dias. Os parâmetros biológicos determinados neste estudo (Tabela 3) indicam que a população de P. zaheri aumenta a uma taxa de 42 vezes (Taxa de reprodução líquida, Ro= 42,25) a cada 23 dias (Tempo médio de geração, T= 23,36), correspondendo a crescimento populacional diário de cerca de 17% (Taxa finita de aumento, λ = 1,17, que é o fator de multiplicação de crescimento diário da 18 população), com a produção de 0,16 fêmeas por fêmea por dia (taxa intrínseca de crescimento populacional, rm= 0.16).

Tabela 3. Parâmetros de tabela de vida de Protogamasellopsis zaheri alimentado com J2 de Meloidogyne incognita a 25 ± 1°C, 95 ± 5% UR, no escuro. Parâmetros Valores Ro 42,25 T 23,36 rm 0,16 λ 1,17 TD 4,43 GRR 44,13

4.3. Predação de in vitro de Meloidogyne incognita

Na testemunha, sem a presença de P. zaheri, recuperou-se em média 34,4% dos juvenis inoculados, enquanto que no tratamento com a presença do ácaro predador a recuperação atingiu uma média 10,9%, sendo os resultados diferentes significativamente entre si pelo teste de Tuckey a 1% de probabilidade (Tabela 4). A mortalidade corrigida pela fórmula de Abbott no tratamento com liberação do ácaro predador foi de 68%.

Tabela 4. Controle populacional de J2 de Meloidogyne incognita por Protogamasellopsis zaheri em solo a 25 ± 1°C, 95 ± 5% UR, no escuro. Tratamentos Mortalidade (%) Desv. Pad EPM Testemunha 65,6 a 10,8747814 2,21980545 P. zaheri 89,1 b 7,86605254 1,60565125 F= 96,80** ; P= < 0,0001

4. DISCUSSÃO

Apesar da oviposição de P. zaheri ter sido menor em M. incognita do que em A. ovatus e P. axei, a mesma é compatível com ácaros que são comercializados para utilização no controle biológico aplicado. A alta taxa de oviposição ao se alimentar de A. ovatus e P. axei é compatível com a facilidade de criação de P. zaheri com essas presas, sendo possível que o predador esteja condicionado a essas presas, visto que as colônias foram mantidas com estas. O condicionamento de um animal ao alimento regularmente oferecido já foi demonstrado em artrópodes (PEACOCK et al., 2003) Os adultos de P. zaheri foram sempre ativos e permaneceram boa parte do tempo forrageando, e pouco se dispersavam da área central da unidade experimental, local em que a presa estava disponível sobre algodão. Assim como outros Mesostigmata predadores, P. zaheri se alimenta de fluidos corpóreos de sua presa, quando a prende com as queliceras e a move para o gnatossoma onde é perfurado pela mala externa (LOOTS, 1974; IMBRIANI; MANKAU, 1983; CASTILHO et al., 2009). Como descrito por Castilho et al. (2009), durante a oviposição o predador pegava seu ovo com as quelíceras e procurava um lugar para depositá-lo. Nas unidades experimentais que foram oferecidos J2 de M. incognita em pedaços de algodão, os ovos eram usualmente colocados entre os fios de algodão. Nas unidades experimentais que continham a vagem com P. axei, os ovos eram escondidos preferencialmente no substrato. Esses fatores reforçam a ideia proposta por Castilho et al. (2009) de que este predador tem uma tendência em proteger sua prole em um local menos vulnerável ao ataque de outros organismos ou da dessecação, e nos dá uma terceira hipótese de que a fêmea deixaria sua prole mais próxima de onde se concentra o recurso alimentar. Além disso, pré testes conduzidos sem as presas sobre algodão e sobre a vagem confirmaram que estes não são usados como recurso alimentar pelo predador. Assim como já verificado em Castilho et al. (2009), não foram encontrados machos no presente estudo, indicando que P. zaheri possui reprodução por partenogênese telítoca. 20

O ácaro circulava principalmente na base da unidade experimental, e dificilmente ele subia, sendo nítido seu geotropismo positivo. Ácaros da família Rhodacaridae são conhecidos por serem encontrados nas primeiras camadas do solo (5-10 cm), após a camada orgânica, o que os diferencia em relação as demais famílias de ácaros edáficos (CASTILHO, VENANCIO; NARITA, 2015), e o que pode ser uma vantagem no controle de fitonematoides pois estes também ocorrem nestas camadas de solo. Com o passar dos dias, os ácaros diminuíam sua mobilidade e o processo de auto-limpeza ficava nitidamente precário, com menor agilidade para se limpar e movimentos com alcance mais restrito, começando a acumular sujidades e esporos sobre o seu corpo. Estudos posteriores devem ser feitos a fim de obter maiores informações sobre forrageamento, captura, deglutição e higienização, para assim entender melhor a dinâmica de desenvolvimento destes ácaros. O desenvolvimento e reprodução de P. zaheri no presente trabalho são próximos aos encontrados por Castilho el at. (2009), quando a presa utilizada para este mesmo ácaro predador foi Tyrophagus putrescentiae (Schrank) (Acari: Astigmatina: Acaridae), um ácaro utilizado como presa para criação de ácaros predadores. No entanto, o período de pós-oviposição (38,8 dias) e o número médio diário de ovos por fêmea (três ovos) encontrados por Castilho el at. (2009) foram superiores aos do presente estudo. Uma diferença entre os dois estudos, além das presas, foi a quantidade de água nas unidades experimentais, muito maior no estudo com nematoides para evitar sua dessecação. Essa maior umidade pode ter desfavorecido o ácaro predador. No estudo em solo, verificou-se que P. zaheri diminuiu a população de M. incognita em cerca de 68% em relação a testemunha, levando em consideração a mortalidade corrigida. A diminuição significativa do nível populacional de J2 de M. incognita ao final do experimento quando liberado o ácaro predador, com resultados compatíveis ou até superiores a outros agentes de controle, sugere um potencial deste em controlar a população de M. incognita no solo. Stirling, Stirling e Walter (2017) estudaram o potencial de Protogamasellus mica (Athias-Henriot) (Mesostigmata: Ascidae) no controle populacional de M. javanica em teste in vitro, obtendo redução de 61,5% no número de nematoides 21 comparado ao controle. Lasioseius scapulatus Kennett (Mesostigmata: Blattisociidae) reduziu a população do nematoide Aphelenchus avenae Bastian em cerca de 76% da população inicial (IMBRIANI; MANKAU, 1983). Plantas de feijão inoculadas com Lasioseius athiasae Nawar & Nasr (Mesostigmata: Blattisociidae) e Protogamasellopsis dioscorus (Manson) (Mesostigmata: Rhodacaridae) tiveram reduções na população de M. javanica, assim como no número de galhas, principalmente quando aplicados 96 horas antes da inoculação dos fitonematoides (AMIN; MOWAFE; FATMA, 1999). Quando oferecidas raízes de tomateiro infectadas por nematoides de galhas a L. scapulatus, o ácaro se alimentava dos J2 conforme eles emergiam dos ovos, mas aparentemente não consumiam os ovos e as fêmeas adultas (IMBRIANI; MANKAU, 1983). Aparentemente, P. zaheri foi capaz de consumir ovos de M. incognita nos pré-testes realizados, principalmente por estes ovipositarem quando eram oferecidos apenas os ovos deste fitonematoide como alimento. O presente estudo verificou uma alta mortalidade natural de J2 ativos de M. incognita, provavelmente relacionada com a inanição e o período de incubação, pois os nematoides disponibilizavam apenas de suas reservas energéticas corporais para manter sua respiração e atividade muscular durante os sete dias. Em mesma temperatura que a conduzida no presente estudo, J2 ativos de M. javanica, armazenados durante quatro dias, tiveram redução significativa no conteúdo lipídico e de proteína corporal (VAN-GUNDY; BIRD; WALLACE, 1967). A diminuição das reservas corporais do nematoides para manutenção do seu metabolismo está associada à diminuição da sua capacidade de infectar as plantas hospedeiras, uma vez que este processo infectivo requer energia (FREIRE et al., 2007). Outro fator que estaria relacionado a taxa de mortalidade natural dos nematoides é a temperatura alta, com relação direta na taxa metabólica destes. Quando a temperatura é baixa os J2 de M. incognita tem baixo metabolismo e utilizam pouco as suas reservas, e quando a temperatura é alta ocorre o inverso (BERGERSON, 1959). Para este trabalho in vitro, a metodologia julgada mais adequada foi o Funil de Baermann (BAERMANN, 1917), por permitir que apenas as formas vivas ativas fossem recuperadas numa suspensão relativamente límpida, com o máximo de 22 pureza possível, separando-os das partículas de solo e matéria orgânica, possibilitanto sua visualização, identificação e contagem ao microscópio ótico. O número médio de juvenis de nematoides recuperados na testemunha (34,4%) está dentro do previsto pela metodologia devido perdas no processo de extração no nematoide do solo. A recuperação obtida por Mendes (1986) pelo método original do Funil de Baermann foi de 30% enquanto que em outros métodos testado por Campos e Campos (2005) as taxas de recuperação de nematoides foram inferiores a 22%. Considerando que as condições de ambos os tratamentos foram iguais, a excessão da inoculação do ácaro predador, é esperado que o número de nematoides vivos inativos sejam próximos em ambos, sendo apenas a mortalidade causada pelo ácaro o fator associado com a diferença do número de nematoides recuperados entre os tratamentos. Várias características apontam para um potencial de P. zaheri como agente de controle biológico de M. incognita. A primeira é que o ácaro predador vai controlar justamente a forma infectiva (J2), evitando que altas populações do fitonematoide infectem as plantas. A multiplicação de M. incognita é exponencial e uma mortalidade de 68% é considerável no controle e evitaria uma maior infecção das plantas. O ciclo de vida relativamente curto e a reprodução partenogênica telítoca permitem à população de P. zaheri aumentar conforme aumenta a população do fitonematoide, dentro de um curto período de tempo, respondendo a densidade de presa, e podendo ser persistente no sistema causando menor pressão de seleção na população de fitonematoides, algo impossível para um produto químico. A habilidade em utilizar recursos alimentares alternativos na ausência do fitonematoide, como por exemplo nematoide de vida livre, é uma outra característica vantajosa, juntamente com sua capacidade de forragear por suas presas (CASTILHO et al., 2009; CASTILHO, VENANCIO; NARITA, 2015). A existência de recursos alimentares alternativos permite a manutenção do seu ciclo de vida em períodos que os fitonematoides não estejam presentes. A alta mobilidade do ácaro é outro fator interessante pois permite à este não restringir seu forrageamento ao ponto de liberação, podendo buscar seu alimento 23 em outra região da raiz com maior disponibilidade. Uma vantagem destas últimas duas características apresentadas frente ao controle químico e microbioano, é a capacidade de permanecer na área mesmo sem o fitonematoide, se adiantando assim em ralação a ele. Outro aspecto favorável ao uso deste organismo como agente de controle biológico é a possibilidade de sua produção massal ser viável e com custos relativamente baixos, permitindo liberações periódicas para o controle de pragas (CASTILHO et al., 2009). O desempenho de P. zaheri neste estudo sugere que este tenha bom desenvolvimento em solos com a presença de M. incognita, podendo este fazer parte de sua dieta, e ter seu balanço populacional no solo influenciado por sua presença. Os próximos passos são verificar o potecial de P. zaheri no controle de M. incognita a campo em solos naturalmente infectados e seu reflexo no desenvolvimento e produtividade dos cultivos susceptiveis, testando também o período e a densidade de liberação mais adequados em cada caso. Os resultados do presente trabalho demonstraram que M. incognita é um alimento favorável para P. zaheri, com o ácaro predador completando seu ciclo de vida e se multiplicando ao ter este fitonematoide como presa, com uma alta sobrevivência. Além disso, P. zaheri conseguiu diminuir a população de M. incognita no solo. 24

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