Metabolitos secundarios con actividad antifúngica en la tribu Senecioneae (Asteraceae)

García Contreras, María Paula1 [email protected] 1.Pontificia Universidad Javeriana. Facultad de Ciencias. Unidad de Investigaciones Agropecurias (UNIDIA). Grupo de investigación en fitoquímica (GIFUJ)

RESUMEN Los hongos patógenos de plantas representan grandes pérdidas para el sector floricultor y su tratamiento se ha visto limitado debido a la toxicidad de los fungicidas y al desarrollo de mecanismos de resistencia por parte de los patógenos. Los metabolitos secundarios de las plantas se han estudiado como una potencial alternativa para su tratamiento debido a su efectividad como sustancias antimicrobianas, particularmente dentro de la familia Asteraceae, la tribu Senecioneae se ha mostrado como un grupo potencial para la búsqueda de metabolitos secundarios con actividad biológica. Por lo tanto, el propósito de esta revisión es recopilar los estudios disponibles de actividad antifúngica para la tribu Senecioneae con el fin de identificar potenciales compuestos para la investigación en fungicidas naturales aplicables a fitopatógenos de cultivos de flores.

Palabras clave: Asteraceae, Senecioneae, metabolitos secundarios, fitoquímica, aceites esenciales, monoterpenos, sesquiterpenos, alcaloides pirrolizidínicos, actividad antifúngica, fitopatógenos.

INTRODUCCIÓN Las plantas son susceptibles a una gran variedad de agentes bióticos que pueden afectar su crecimiento, desarrollo y reproducción. Dentro de estos, los hongos patógenos tienen la capacidad de infectar tejidos como la raíz y el tallo, dificultando el transporte de agua y nutrientes, o las hojas, impidiendo procesos de intercambio gaseoso y fotosíntesis (Struck 2006). Debido a que estos patógenos pueden atacar plantas de interés económico como los cultivos de flores y generar grandes pérdidas (Cámara de Comercio de Bogotá 2015), los productores acuden a estrategias rápidas y sencillas para su tratamiento como la aplicación y rotación de fungicidas sobre los cultivos (Lesmes-Fabian & Binder 2013). Sin embargo, el uso y manipulación de estos fungicidas representa un riesgo para la salud humana al ser compuestos que irritan la piel y mucosas, son mutágénicos, carcinogénicos o interferentes de actividades enzimáticas (PPDB 2020); y al ser compuestos químicos recalcitrantes, se acumulan en pequeñas cantidades en las partículas de suelo, facilitando su movilización a través de cuerpos de agua, dejando trazas en el agua y alimentos de consumo humano, además, su degradación es generalmente lenta en los ecosistemas acuáticos y terrestres (Aldana et al. 2011).

1 Se han evaluado múltiples estrategias que buscan reemplazar el uso de fungicidas de síntesis química, siendo una de las más estudiadas el uso de organismos como controladores biológicos, ejemplo de esto es la aplicación de fórmulas a base de Rhodotorula mucilaginosa para el control de Botrytis cinerea en rosa, que demostró efectividad y estabilidad en el biocontrol a través del tiempo (Bautista et al. 2016). Sin embargo, son pocas las alternativas para el control biológico de especies de patógenos de gran importancia en cultivos de flores, y no ha sido posible la implementación de las alternativas ya existentes debido a interacciones con antagonistas presentes en el cultivo que pueden producir la atenuación o pérdida de actividad biológica del biocontrolador frente al patógeno (Gullino & Garibaldi 2007).

Otra de las alternativas estudiadas para el control y manejo de patógenos ha sido el uso de moléculas producidas en el metabolismo secundario de plantas, ya que gracias a la gran diversidad de compuestos producidos en este proceso se ha convertido en uno de los mayores focos de investigación e innovación para responder a diferentes problemáticas biológicas (Wink 2008). Si bien muchos autores no consideran que los metabolitos secundarios tengan una funcionalidad preestablecida, para los metabolitos primarios es ampliamente conocido el papel importante que juegan en el desarrollo y crecimiento (Croteau et al. 2000). Según Radulović et al. (2013) las plantas aprovechan los metabolitos secundarios para responder a diferentes presiones que ejercen factores bióticos y abióticos como herbivoría, regulación de comunidades microbianas, atracción de polinizadores, dispersión de semillas y alelopatía. Dentro de las propiedades de los metabolitos secundarios producidos por múltiples familias de plantas se ha encontrado actividad antimicrobiana sobre bacterias, virus y hongos (Lang & Buchbauer 2011).

La familia Asteraceae (Compositae) es una de las familias de plantas angiospermas más diversificadas, con 1.600 géneros y aproximadamente 23.000 especies (Kubitzki 2007) que presentan gran variabilidad en morfología, hábitos, formas de reproducción y fisiología, lo que le ha permitido conquistar la mayoría de los ecosistemas terrestres, excluyendo la Antártida (Funk et al. 2005). Esta familia ha sido ampliamente estudiada a nivel químico debido a la gran variedad de metabolitos secundarios que produce, principalmente terpenos, cumarinas, alcaloides y sus derivados que presentan propiedades antimicrobianas (Funk et al. 2009).

En la familia existen 35 tribus aceptadas (Kubitzki 2007) (ANEXO, Tabla 1), dentro de las más diversificadas se encuentra la tribu Senecioneae, que cuenta con 150 géneros y 3.000 especies (ANEXO, Tabla 2), siendo Senecio el género más abundante de la tribu con más de 1.200 especies (Pelser et al. 2007). En Suramérica la tribu está distribuida sobre los Andes (Diaz-Piedrahita & Cuatrecasas, 1999), 2 siendo Perú y Colombia los países que presentan la mayor diversidad con 17 y 15 géneros representativos, respectivamente, y dentro de ellos los más diversificados son Pentacalia (200 spp.), Dendrophorbium (75 spp.) y Monticalia (70 spp.) (Funk et al. 2009). En la tribu Senecioneae se ha encontrado la producción altamente conservada de moléculas como monoterpenos, sesquiterpenos, lactonas sesquiterpénicas, alcaloides pirrolizidínicos y cumarinas con potencial actividad antimicrobiana (Carrillo-Hormaza et al. 2015, Hol & Van Veen, 2002), sin embargo, para Colombia se registran pocos estudios sobre géneros de esta tribu que producen metabolitos con capacidad antifúngica (Torrenegra et al. 2000; Pedrozo et al. 2006; Araujo-Baptista et al. 2020).

Este artículo presenta una revisión sobre generalidades de los metabolitos secundarios producidos por la tribu Senecioneae y las diversas funciones que cumplen en las plantas, cuáles de ellos reportan actividad antifúngica y sus mecanismos de acción, con el fin de hacer una aproximación a potenciales candidatos en la producción de metabolitos secundarios que pueden ser empleados para el tratamiento de hongos patógenos de cultivos de flores.

MATERIALES Y MÉTODOS Se realizó una búsqueda avanzada con operadores booleanos en las bases de datos Scopus, Google Scholar y Science Direct usando palabras clave como Asteraceae, Senecioneae, phytochemistry, phytochemical, chemical properties, pathogen, secondary metabolites y fungi, organizados en ecuaciones de búsqueda (ANEXO, Tabla 3). Simultáneamente, se realizó una búsqueda más especializada en SciFinder con palabras clave como Senecioneae, secondary metabolites, sesquiterpenes, pyrrolizidine alkaloids, monoterpenes, flavonoids, coumarins. Se seleccionaron los artículos que correspondieron a estudios de la tribu Senecioneae o de géneros contenidos en ella, que presentaron información sobre los metabolitos secundarios producidos por estos y aquellos que reportaron actividad biológica, particularmente actividad antifúngica sobre hongos fitopatógenos.

Se obtuvo como resultado de la búsqueda un total de 112 artículos, 105 de ellos correspondientes a reportes de los metabolitos secundarios producidos por la tribu Senecioneae, y los 7 restantes a estudios en los que se evalúa la actividad antifúngica de metabolitos secundarios producidos por la tribu. Se encontraron artículos en los idiomas inglés, español, y alemán, publicados entre los años 1973 y 2020.

3 CAPÍTULO 1: METABOLITOS SECUNDARIOS DE LA TRIBU SENECIONEAE La tribu Senecioneae al igual que todas las tribus de Asteraceae produce una gran cantidad de metabolitos secundarios, pero se caracteriza por la producción de alcaloides pirrolizidínicos y lactonas sesquiterpénicas, particularmente del tipo eremofilanólidos y furanoeremofilanólidos, que han sido utilizados como marcadores quimiotaxonómicos de la tribu (Zhao et al. 2015). Dentro de la tribu también se producen compuestos como cumarinas y flavonoides, que han sido encontrados en géneros como Doronicum, Cineraria, Emilia, Jacobaea y algunas especies de Senecio, Pentacalia y Tephroseris (Hegnauer 1989, Torrenegra et al. 2000). Otros grupos de metabolitos como quinonas, poliacetilenos, diterpenos y triterpenos han sido escasamente reportados para la tribu, por lo que no serán tratados en esta revisión.

Alcaloides pirrolizidínicos Los alcaloides pirrolidizidínicos (AP) son las moléculas más abundantes y diversas para la tribu Senecioneae; aunque también están presentes en 12 familias de angiospermas (Langel et al. 2011), el 95% de su variedad se encuentra concentrado en las tribus Senecioneae, Eupatoriaeae y en las familias Fabaceae y Boraginaceae (Aniszewzski 2007). Los AP son producidos a partir de la arginina y la L- ornitina y son transformados a un heterociclo necina acompañada por un ácido nécico (Fu et al. 2004). De acuerdo con las variaciones en la estructura de la base los AP se clasifican en cuatro grupos: tipo retronecina (1), tipo heliotridina (2), tipo otonecina (3) y tipo platinecina (4) (Moreira et al. 2018).

Retronecina (1) Heliotridina (2) Otonecina (3) Platinecina (4)

Se han aislado alrededor de 190 AP distintos en aproximadamente 300 especies de Senecioneae (Langel et al. 2011), y la presencia de estos metabolitos se ha consolidado como una ventaja ecológica para las plantas, ya que estos son producidos en los tejidos de la raíz, almacenados en vacuolas en forma de sal N-óxido y translocados hasta tejidos reproductivos como flores y semillas a través del floema, gracias a un transportador N-óxido de AP específico (Hartmann et al. 1989), en donde cumplen funciones de

4 protección contra herbívoros (Ehmke et al. 1988) y contra microorganismos patógenos (Cushnie et al. 2014).

Se ha demostrado que la ingesta de plantas que acumulan estos alcaloides por animales silvestres, domésticos y humanos puede resultar en casos de intoxicación crónica que afectan pulmones, hígado y vasos sanguíneos (Mattocks 1968), y efectos genotóxicos como aberraciones cromosomales, mutagenicidad, teratogenicidad y citogenicidad han sido bien documentados (Fu et al. 2004). También existen reportes de actividad antifúngica de la senecionina, propia del género Senecio, en plantas de Jacobaea vulgaris (syn. Senecio jacobaea) (Hol & Van veen, 2002) y Senecio brasiliensis (Joosten & van Veen 2011).

Terpenos Los terpenos son uno de los grupos más abundantes en la naturaleza, producidos por diferentes grupos de organismos como bacterias, levaduras e insectos (Gershenzon & Dudareva, 2007) y de gran importancia en plantas, ya que abarcan todo tipo de metabolitos de importancia fisiológica como las giberelinas, ácido abscísico, aceites esenciales, saponinas y carotenoides, entre otros (Seaman 1982). Estas moléculas son formadas a partir del isopreno (Radulović et al. 2013), y dependiendo del número de unidades de isopreno (5) que conforme la molécula se clasifica en seis tipos: monoterpenos (dos unidades, 10C), sesquiterpenos (tres unidades, 15C), entre ellos las lactonas sesquiterpénicas, diterpenos (cuatro unidades, 20C), triterpenos (seis unidades, 30C) y tetraterpenos (ocho unidades, 40C) (Siddiqui & Prasad, 2017).

Unidad de isopreno (5)

Monoterpenos Los monoterpenos son moléculas producidas en hojas, tallos, flores y frutos que participan en la atracción de polinizadores, alelopatía, protección contra herbivoría y muy importante como sustancias antimicrobianas (Davis 2010). Estos compuestos son sintetizados en tejidos no fotosintéticos y acumulados en estructuras secretorias como tricomas glandulares, cavidades secretorias y ductos de resinas (Seigler 1998). 5 En la familia Asteraceae existen reportes de alta producción de monoterpenos en la tribu Anthemidae y algunos reportes para las tribus Tageteae y Eupatorieae (Funk et al. 2009). Para la tribu Senecioneae estos compuestos se han encontrado en 21 géneros (Tabla 1) y la actividad antibacteriana es la más reportada (Baldovino et al. 2009; Akghar et al. 2012; Buitrago et al. 2012; Carrillo-Hormaza et al. 2015; Araujo-Baptista et al. 2019).

Sesquiterpenos Los sesquiterpenos son compuestos volátiles de fuertes aromas que cumplen un papel importante en defensa contra la herbivoría (Siddiqui & Prasad, 2017), como fitohormonas y como sustancias antimicrobianas (Cane 1999). Estos son muy estudiados en la tribu Senecioneae, en particular las lactonas sesquiterpénicas, ya que las plantas de esta tribu acumulan grandes cantidades de estos compuestos (Funk et al. 2009). Han sido reportados de 29 géneros de la tribu (Tabla 1) y tienen actividades reportadas como actividad antimicrobiana (Rondón et al. 2006; Yang et al. 2008; Yayli et al. 2018) y anti- inflamatoria (Kim et al. 2008).

Lactonas sesquiterpénicas Las lactonas sesquiterpénicas (LST) son un tipo de sesquiterpenos que contienen un anillo γ-lactona en su estructura. Estas son acumuladas en hojas y botones florales (Sülsen & Martino, 2018) y algunas especies las almacenan en tricomas dispuestos en las hojas (Amorim et al. 2013). Se clasifican según la estructura de la molécula en: germacranólidos (6), eudesmanólidos (7), guayanólidos (8) y pseudoguayanólidos (9) (Chaturvedi 2011).

Germacranólido (6) Eudesmanólido (7) Guayanólido (8) Pseudoguayanólido (9)

Las LST presentan su mayor abundancia en la familia Asteraceae, sin embargo, son producidas por gran cantidad de familias como Acanthaceae, Amaranthaceae, Apiaceae, Aristolochiaceae, Burseraceae, Coriariaceae, Magnoliaceae, Malvaceae, Lamiaceae y Lauraceae, entre otras, incluyendo la familia de

6 gimnospermas Cupressaceae (Fischer 1990). Estas son de especial importancia para la tribu Senecioneae ya que la producción de derivados como germacranos, eremofilanolidos, bakkenólidos, furanoeremofilanos (Zdero & Bohlmann, 1990), bisabolenos y oplopanos (Sülsen & Martino, 2018) han sido empleados como carácter para el estudio quimiotaxonómico de los géneros de la tribu (Zhao et al. 2015).

Estas moléculas son las más abundantes de la tribu, con reporte para 42 géneros (Tabla 1) y 600 moléculas descritas para el género Senecio (Zhao et al. 2015). En la planta estas moléculas cumplen funciones de protección contra la herbivoría, como es el caso del silfineno aislado de Senecio palmensis que presenta actividad insecticida sobre áfidos (González-Colóma et al. 2002). La ingesta de plantas productoras de LST causa intoxicación en mamíferos herbívoros domésticos, y se ha demostrado que las LST al ser compuestos antimicrobianos, pueden afectar la composición microbiana del rumen y ocasionar problemas metabólicos y digestivos (Ivie et al. 1975). También se ha encontrado actividad antimicrobiana frente a hongos y bacterias (Garduño-Ramírez et al. 2001; Li et al. 2003; Baldovino et al. 2009; Xu et al. 2009; Cárdenas et al. 2012; Ordóñez et al. 2011; Carrillo-Hormaza et al. 2015; Jin et al. 2015), citotóxica (Yang et al. 2011; Jin et al. 2015) y anti-inflamatoria (Arciniegas et al. 2015).

Aceites esenciales Los aceites esenciales son una mezcla compleja (> 300 constituyentes) de compuestos volátiles alifáticos y aromáticos entre los que se encuentran monoterpenos, sesquiterpenos, diterpenos y derivados de los fenilpropanoides (Butnariu & Sarac 2018). Estos son almacenados en células especializadas de las plantas y secretadas desde glándulas o tricomas ubicados en hojas y flores, donde cumplen funciones de defensa contra la herbivoría y atracción de polinizadores (Sharifi-Rad et al. 2017). En la tribu Senecioneae se han realizado estudios sobre la composición de los aceites esenciales para 21 géneros (Tabla 1), para los que han descrito actividad antimicrobiana (AL-Taweel et al. 2004; Rondón et al. 2006; Yang et al. 2008; Baldovino et al. 2009; Akhgar et al. 2012; Buitrago et al. 2012; Cárdenas et al. 2012; Carrillo-Hormaza et al. 2015; Yayli et al. 2018; Araujo-Baptista et al. 2020; Ramirez et al. 2020), antioxidante (Majouli et al. 2016; Yayli et al. 2018), anti-inflamatoria (Kim et al. 2008; Arciniegas et al. 2009) y analgésica (Ramirez et al. 2020).

Flavonoides Los flavonoides conforman uno de los grupos de sustancias fenólicas más importantes que cumplen múltiples funciones fisiológicas y de defensa y protección en plantas (Rana & Gulliya 2019). La 7 estructura contiene dos anillos bencénicos unidos por un anillo heterocíclico de pirano (10) (Rana & Gulliya 2019) y se clasifican en seis subclases: flavonas, flavonoles, isoflavonas, flavononas, antocianidinas y chalconas (Harbone & Mabry 1982).

Estructura básica de un flavonoide (10)

Los flavonoides están ampliamente distribuidos en toda la familia Asteraceae, encontrando en las 35 tribus aproximadamente 20.000 ocurrencias (Funk et al. 2009). Para la tribu Senecioneae existen reportes para 29 géneros (Tabla 1). Los tipos de flavonoides más comunes en esta tribu son los flavonoles y flavonas como el dihidroflavonol, kaempferol, quercetina, luteolina y apigenina (Bohm & Stuessy 2001; Valant-Vetschera & Wollenweber 2007; Torrenegra et al. 2000). Sólo existen reportes de actividad antioxidante y anti-inflamatoria (Wijaya et al. 2012; Aquino et al. 2002) para los flavonoides producidos por géneros de la tribu.

Cumarinas Las cumarinas (11) son un grupo de metabolitos cuya estructura está formada por un anillo heterocíclico (α-pirona) unido directamente a un benceno que pueden ser producidos por plantas, microorganismos como bacterias y hongos, y algunos animales como esponjas (De Lira et al. 2007). Estos metabolitos están presentes en raíz, tallo, hojas, semillas, flores y frutos, en donde se encuentran en mayor concentración, y cumplen un papel fundamental en protección contra herbivoría y microorganismos patógenos (Matos et al. 2015).

Estructura básica de una cumarina (11)

8 Las cumarinas se clasifican en seis grupos según la naturaleza de su estructura: simples, furanocumarinas, dihidrofuranocumarinas, piranocumarinas, fenilcumarinas y bicumarinas. No obstante, en la familia Asteraceae sólo se producen cumarinas simples y furanocumarinas (Ribeiro & Kaplan 2002); en la tribu Senecioneae se reportan para seis géneros (Tabla 1), dentro de los cuales sólo se ha encontrado actividad antimicrobiana en cumarinas producidas por Pentacalia ledifolia y P. nitida (Torrenegra et al. 2000).

Tabla 1. Metabolitos secundarios reportados para algunos géneros de la tribu Senecioneae

S

Géneros M Referencias

AP

AE

LST

Flav. Cumar.

Bohm & Stuessy, 2001 Abrotanella X Swenson et al. 1999 Bohm & Stuessy, 2001 Acrisione X X Aal et al. 1988 Langel et al. 2011 Adenostyles X X X X X Paolini et al. 2008 Arnoglossum X Langel et al. 2011 Langel et al. 2011 Barkleyanthus X X Romo de Vivar et al. 2007 Bohlmann & Van, 1978 Bedfordia X X Zdero et al. 1987 Fraga et al. 2014 Bethencourtia X X Langel et al. 2011 Blennosperma X Bohm & Stuessy, 2001 Bohm & Stuessy, 2001 Brachyglottis X X Langel et al. 2011 Cabreriella X X X X Torres et al. 2007 Langel et al. 2011 Caucasalia X X X X X Yayli et al. 2018 Bohm & Stuessy, 2001 Cineraria X X X Bohlmann & Abraham, 1978 Langel et al. 2011 Cissampelopsis X Langel et al. 2011 Morales et al. 1986 Chersodoma X X Langel et al. 2011 Asada et al. 1975 Joshi, 2014 Crassocephalum X X X X X Langel et al. 2011 Owokotomo et al. 2012 9

S

Géneros M Referencias

AP

AE

LST

Flav. Cumar. Zollo et al. 2000

Saito et al. 2011 Cremanthodium X Saito et al. 2019 Tori et al. 2019 Bohm & Stuessy, 2001 Crocidium X Swenson et al. 1999 Aquino et al. 2002 Culcitum X X X X Ramirez et al. 2020 Curio X Langel et al. 2011

Dendrophorbium X Langel et al. 2011 Arun et al. 2014 Delairea X X X X X Langel et al. 2011 Dorobaea X Langel et al. 2011 Lazarević et al. 2009 Bohm & Stuessy, 2001 Doronicum X X X X X X Bohlmann & Abraham, 1979 Langel et al. 2011 Bohm & Stuessy, 2001 Emilia X X Langel et al. 2011 Hernández et al. 2013 Erechtites X X X X X Langel et al. 2011 Lorenzo et al. 2001 Bohm & Stuessy, 2001 Euryops X X X Bohlmann & Zdero, 1978 Kim et al. 2008 Farfugium X X X X X Langel et al. 2011 Hernández et al. 2015 Gynoxys X X X X Jakupovic et al. 1995 Ordóñez et al. 2011 Bohm & Stuessy, 2001 Gynura X X Langel et al. 2011 Akhgar et al. 2010 Bammou et al. 2016 Hertia X X X X Jakupovic et al. 1989 Majouli et al. 2016 Bohlmann et al. 1981 Hoehnephytum X X X X Silva et al. 2014

10

S

Géneros M Referencias

AP

AE

LST

Flav. Cumar. Bohm & Stuessy, 2001 Harmatha et al. 1976 Homogyne X X X Jakupovic & Grenz 1989 Langel et al. 2011 Iranecio X Langel et al. 2011 Bohm & Stuessy, 2001 Ischnea X Swenson et al. 1999 Bohm & Stuessy, 2001 Hol & van Veen, 2002 Jacobaea X X X X X X Langel et al. 2011 Maggio et al. 2015 Jessea X Langel et al. 2011 Bohm & Stuessy, 2001 Kleinia X X X X X X AL-Taweel et al. 2004 Langel et al. 2011 Araujo-Baptista et al. 2020 Lasiocephalus X X X X Rondón et al. 2006 Gong et al. 2018 Kuroda et al. 2011 Ligularia X X X X X Langel et al. 2011 Yang et al. 2011 Wang et al. 2002 Ligulariopsis X Wang et al. 2004 Wu et al. 2017 Bohlmann & Wallmeyer, 1982 Lopholaena X X X X Wijaya et al. 2012 Lordhowea X Bohlmann & Zdero, 1982

Mikaniopsis X Langel et al. 2011

Odontocline X Langel et al. 2011 Bohlmann & Knoll, 1978 Othonna X X Bohlmann & Rao, 1973 Jakupovic et al. 1987 Bohm & Stuessy 2001 Langel et al. 2011 Packera X X X Pérez-Castorena et al. 2001 Romo de Vivar et al. 2007

11

S

Géneros M Referencias

AP

AE

LST

Flav. Cumar. Huang et al. 2010 Jin et al. 2015 Jin et al. 2017 Parasenecio X X X X X Langel et al. 2011 Li et al. 2005 Liu et al. 2020 Pang et al. 2017 Baldovino et al. 2009 Buitrago et al. 2012 Cárdenas et al. 2012 Carillo-Hormaza et al. 2015 Pentacalia X X X X X X Pedrozo et al. 2006 Sequeda-Castañeda et al. 2016 Singh et al. 2015 Torrenegra et al. 2000 Bohm & Stuessy 2001 Hägele et al. 1998 Petasites X X X X Langel et al. 2011 Novotný et al. 1972 Bohm & Stuessy 2001 Pericallis X X Dominguez et al. 2008 Langel et al. 2011 Langel et al. 2011 Pittocaulon X X Romo de Vivar et al. 2007 Pojarkovia X Langel et al. 2011 Arciniegas et al. 2009 Bohm & Stuessy 2001 Psacalium X X X Garduño-Ramirez et al. 2001 Romo de Vivar et al. 2007 Arciniegas et al. 2003 Robinsonecio X Romo de Vivar et al. 2007 Bohm & Stuessy 2001 Robinsonia X Swenson et al. 1999 Pacheco et al. 1985 Arciniegas et al. 2004 Arciniegas et al. 2015 Langel et al. 2011 Roldana X X X X Pérez-Castorena et al. 2005 Pérez-Castorena et al. 2014 Romo de Vivar et al. 2007 Rugelia X X Bohlmann et al. 1982

12

S

Géneros M Referencias

AP

AE

LST

Flav. Cumar. Arancibia et al. 2013 Burgueño-Tapia & Joseph-Nathan, 2003 De Salmeron et al. 1983 Senecio X X X X X X X Delgado et al. 1996 Pomilio & Jares, 1997 Radulović et al. 2014 Torres et al. 2000 Yang et al. 2011 Yang et al. 2008 Sinacalia X X X X X X Yue et al. 2005 Zhu et al. 2009 Asres et al. 2007a Solanecio X X X X Asres et al. 2007b Hikichi & Furuya, 1974 Syneilesis X X Langel et al. 2011 Yang et al. 2016 Synotis X X Joshi (Shrestha), 2016 Langel et al. 2011 Telanthophora X X Romo de Vivar et al. 2007 Tephoseris X Langel et al. 2011 Bohm & Stuessy, 2001 Traversia X Kulanthaivel & Benn, 1986 Swenson, 1999 Bohm & Stuessy, 2001 Tussilago X X X X X X Judzentiene & Budiene 2011 Langel et al. 2011 Urostemon X Langel et al. 2011

Villasenoria X Arciniegas et al. 2013 Langel et al. 2011 Werneria X X X Lock & Rojas, 2019 Langel et al. 2011 Xenophyllum X X X Lock & Rojas, 2019 Zemisia X Langel et al. 2011 *AP= alcaloides de pirrolizidina; M= monoterpenos; S= sesquiterpenos; LST= lactonas sesquiterpénicas; AE= aceites esenciales; Flav. = flavonoides; Cumar. = cumarinas

13 CAPÍTULO 2: METABOLITOS SECUNDARIOS CON ACTIVIDAD ANTIFÚNGICA DE LA TRIBU SENECIONEAE La actividad antifúngica de los metabolitos secundarios producidos por plantas ha sido una de las más estudiadas, ya que representan una fuente novedosa y natural de moléculas antifúngicas que puede contrarrestar la creciente resistencia a fungicidas sintéticos por parte de hongos fitopatógenos (Hollomon 2015). Existe una gran diversidad de metabolitos secundarios que actúan sobre diferentes blancos en hongos filamentosos, desde alterar la estructura de la hifa al actuar sobre pared, membrana celular y citoplasma (Radulović et al. 2013) hasta la intervención en la función de enzimas, proteínas transmembranales transportadoras de iones y producción de especies reactivas de oxígeno (EROs) (Nazzaro et al. 2017). En la Tabla 2 se presentan los metabolitos secundarios con actividad antifúngica reportados para algunas especies de la tribu Senecioneae que serán discutidos a continuación.

Alcaloides pirrolizidínicos La actividad antimicrobiana de alcaloides pirrolizidínicos (AP) en hongos filamentosos no está reportada en la literatura, pero se relaciona con la capacidad de formar puentes de hidrógeno con enzimas, receptores celulares y proteínas, mediante el átomo de nitrógeno presente en la estructura del ácido nécico, el cual puede actuar como aceptor de protones (Othman et al. 2019); esto puede ocasionar problemas en la biosíntesis de componentes de pared y membrana o en la actividad de proteínas transmembranales involucradas en procesos de fosforilación oxidativa y transporte de iones y moléculas al exterior celular.

Hol & van Veen (2002) reportaron actividad antifúngica de AP producidos por Jacobaea vulgaris por el método de difusión en placa, en un ensayo en el que compararon la actividad de retrorsina (12), N-óxido de retrorsina y monocrotalina (13) respecto a una mezcla de AP extraídos de hojas de Jacobaea vulgaris a concentraciones entre 0,01 y 1,08 mg/mL. La retrorsina y N-óxido de retrorsina presentaron 35% y 10% de inhibición del crecimiento de Trichoderma sp. y del fitopatógeno Fusarium sambucinum, respectivamente, para la concentración de 1,08 mg/mL, y para el fitopatógeno F. oxysporum se reportó 20% de inhibición a la misma concentración de monocrotalina, indicando baja actividad antifúngica de los AP evaluados. La mezcla de AP generó 35% de inhibición del crecimiento de Trichoderma sp., sin embargo, para los demás hongos evaluados se encontró que la mezcla de AP disminuía parcialmente la tasa de crecimiento y días después esta retomaba su velocidad normal. Esto podría indicar que los AP actúan como moléculas fungistáticas, que al disminuir la velocidad de crecimiento del patógeno retrasan

14 el proceso infectivo en la planta, dando tiempo para que esta sintetice fitoalexinas que contrarresten la colonización por parte del patógeno.

Retrorsina (12) Monocrotalina (13)

En otro estudio realizado por Marín-Loaiza et al. (2008) se evaluó la actividad antifúngica de extractos de diclorometano (CH2Cl2) de raíces y flores de Pittocaulon bombycophole y P. praecox, los ensayos de inhibición en placa de agar mostraron de el 45% de inhibición del crecimiento de los fitopatógenos Rhizoctonia solani, Fusarium sporotrichoides y Fusarium verticilioiodes (syn. F. moniliforme) y de Aspergillus niger y Trichophyton mentagrophytes a una concentración de 1 mg/mL de extracto. También se evaluaron los extractos de CH2Cl2 de raíces y flores de P. hintonii, para los que encontraron 30% de inhibición del crecimiento de R. solani, F. sporotrichoides y T. mentagrophytes. La actividad antifúngica en P. bombycophole se atribuye a los compuestos 7-angeloilturneforcidina (14), 9-angeloilturneforcidina (15) y neopetasitenina (16), aislados en altas concentraciones de las raíces; para P. praecox por 7- angeloildihidroxiheliotridano (17), 9-angeloildihidroxiheliotridano (18), y para P. hintonii por compuestos como senkirkina (19), encontrados en altas concentraciones en partes aéreas de la planta y platifilina (20), neoplatifilina (21), integerrimina (22) y senecionina (23), presentes en bajas concentraciones en las raíces.

Los resultados de los estudios realizados para Jacobaea vulgaris y las diferentes especies de Pittocaulon muestran poco potencial de los AP producidos por algunos géneros de la tribu Senecioneae como fungicidas. Por un lado, se encontró que estas moléculas ejercen un efecto fungistático, debido a la capacidad del hongo de producir moléculas o enzimas que le permiten detoxificar los AP presentes en el medio. Este mecanismo de resistencia ha sido descrito para moléculas como las saponinas que son detoxificadas por glicosilhidrolasas producidas por hongos patógenos (Prell & Day 2001). Por otro lado, la actividad antifúngica reportada en los estudios anteriores puede ser atribuida al sinergismo de los AP con otros grupos de metabolitos secundarios producidos por la planta no incluidos en los estudios, como

15 monoterpenos y lactonas sesquiterpénicas que han sido ampliamente estudiadas como moléculas antifúngicas.

7-angeloilturneforcidina (14) 9-angeloilturneforcidina (15) neopetasitenina (16)

7-angeloildihidroxiheliotridano (17) 9-angeloildihidroxiheliotridano (18) senkirkina (19)

platifilina (20), R1= Me, R2= H integerrimina (22) senecionina (23) neoplatifilina (21), R1= H, R2= Me

Aceites esenciales Los monoterpenos son uno de los grupos de metabolitos que componen aceites esenciales reportados con mayor frecuencia como antimicrobianos. Bammou et al. (2016) realizaron dos ensayos de actividad antifúngica con el aceite esencial aislado de las partes aéreas de Hertia maroccana. En el primero, evaluaron concentraciones de 0,125 a 2 μL/mL del aceite esencial por el método “Poisoned food technique” de Perruci et al. (1994), en el que encontraron que la concentración que presentó el mayor

16 porcentaje de inhibición para los fitopatógenos Fusarium oxysporum f sp. albedinis, Rhizopus stolonifer y Penicillium expansum fue 2 μL/mL, con porcentajes de 100%, 85,5% y 75%, respectivamente, mientras que para Aspergillus brasiliensis fue 1 μL/mL con un 76% de inhibición. La mayor susceptibilidad la presentó el fitopatógeno Alternaria sp. con un 100% de inhibición a 0,5 μL/mL del aceite esencial. En el segundo estudio, evaluaron la actividad antifúngica por el test de fase de vapor, al enfrentar placas de agar con trozos de papel filtro impregnados con la mezcla del aceite esencial. Para este obtuvieron una actividad antifúngica mayor respecto al primer ensayo, a una concentración de 1 μL/mL de aire A. brasiliensis y Alternaria sp. mostraron 100% de inhibición y F. oxysporum f sp. albedinis y P. expansum mostraron un aumento en la inhibición respecto a la primera técnica. Adicionalmente, el crecimiento de todos los hongos fue inhibido en un 100% a una concentración de 2 μL/mL.

Los monoterpenos α-Pineno (24) y β-Pineno (25) se encontraron como los principales constituyentes del aceite esencial de Hertia maroccana, estos monoterpenos bicíclicos se unen al ergosterol que compone la membrana celular, causando daño y pérdida de estructura en la membrana celular (Miron et al. 2014) y, como consecuencia, pérdida de estructura y función en las hifas. En adición, los resultados obtenidos en el segundo ensayo demuestran el éxito de la producción de aceites esenciales como estrategia para eliminar patógenos que pueden atacar la planta, ya que al ser compuestos volátiles, entran en contacto directo con el micelio y pueden ser fácilmente absorbidos debido a sus propiedades lipofílicas (Edris & Farrag 2003), neutralizando el patógeno antes de que logre penetrar los tejidos del hospedero, evitando la infección.

α-Pineno (24) β-Pineno (25)

En un estudio similar realizado por Singh et al. (2015), evaluaron por el método “Poisoned food technique” concentraciones de 62,5, 125 y 250 μg/mL del aceite esencial extraído de las raíces de Pentacalia amplexicaulis (syn. Senecio amplexicaulis) frente a cinco hongos fitopatógenos. Se encontró inhibición del crecimiento a diferentes concentraciones mínimas inhibitorias 50 (CIM50), la mayor sensibilidad se determinó para Macrophomina phaseolina a una concentración de 157,05 μg/mL, seguida

17 de Fusarium oxysporum a una concentración de 159,08 μg/mL, y concentraciones más altas para Sclerotium rolfsii, Pythium debaryanum y Rhizoctonia solani (164,96, 187,46 y 199,27 μg/mL, respectivamente).

Singh et al. (2015) le atribuyen la actividad a los monoterpenos α-Felandreno (26), o-Cimeno (27) y β- Ocimeno (28), ya que son los componentes mayoritarios del aceite esencial. La actividad antifúngica del β-Ocimeno en su configuración cis también fue reportada por Gálvez et al. (2018) para los aceites esenciales de Senecio nutans frente a los hongos fitopatógenos Fusarium graminearum y F. verticillioides; sin embargo, no se conoce el mecanismo de acción de este metabolito. Compuestos como el α-Felandreno alteran la integridad de la membrana, aumentando su permeabilidad y permitiendo la salida de iones, proteínas y metabolitos (Zhang et al. 2017), y provocando alteraciones en la estructura hifal y pérdida de homeóstasis de la célula.

α-Felandreno (26) o-Cimeno (27) β-Ocimeno (28)

Un estudio realizado por Asres et al. (2007a) con el aceite esencial de flores de Solanecio gigas por un ensayo de difusión en placa con discos de micelio, demostró inhibición del crecimiento de Aspergillus niger a una concentración mínima inhibitoria (CIM) de 800 μg/mL, atribuida a los compuestos α- Felandreno, terpinen-4-ol (29) y sabineno (30), presentes en mayor abundancia en el aceite esencial evaluado. El terpinen-4-ol actúa como inhibidor de la síntesis de ergosterol, provocando daños en la conformación y estructura de la membrana celular e interfiriendo en el crecimiento hifal (Brilhante et al. 2016). El sabineno no tiene reportes de su mecanismo de acción, pero tiene múltiples registros como componente con actividad antifúngica en aceites esenciales de diferentes especies de plantas (Powers et al. 2018).

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Terpinen-4-ol (29) Sabineno (30)

Otros estudios de aceites esenciales han reportado sesquiterpenos con actividad antifúngica, como el realizado por González et al. (2012) en un ensayo de difusión en placas de agar con los aceites esenciales de hojas y flores de Xenophyllum poposum, en el que obtuvieron la máxima inhibición del crecimiento de Aspergillus fumigatus y del dermatofito Trichophyton rubrum a una concentración de 0,025 mg/mL del aceite esencial. La inhibición se atribuyó a los sesquiterpenos δ-Cadineno (31), epi-α-Cadinol (32), α-Cadinol (33) y γ-Cadineno (34), presentes en mayor proporción en los aceites esenciales de la planta. Otro ejemplo es el de la 9,10-dehidrofukinona (35) reportado por Galvez et al. (2018), en un ensayo de microdilución en caldo con el aceite esencial extraído de la parte aérea de Senecio viridis, que mostró actividad antifúngica moderada para los fitopatógenos Fusarium graminearum y F. verticillioides a concentraciones de 1,2 mg/mL del aceite. Galvez et al. (2018) emplearon la definición de actividad antimicrobiana según Sartoratto et al. (2004) que establece actividad moderada a CIM = 0,6 – 1,5 mg/mL.

No existen estudios sobre el mecanismo antifúngico de los sesquiterpenos encontrados en Xenophyllum poposum y Senecio viridis, pero debido a su similitud estructural y funcional con los monoterpenos (Nazzaro et al. 2017) podrían compartir el mismo mecanismo, actuando sobre la estructura e integridad de la membrana. Los sesquiterpenos oxigenados cuentan con mayor cantidad de reportes de actividad antifúngica y son considerados como moléculas con un importante potencial como fungicidas debido a su efectividad y baja resistencia por parte del patógeno (Nazzaro et al. 2017); sin embargo, para la tribu Senecioneae no se encontró ningún reporte de su actividad antifúngica, por lo que este grupo requiere mayor investigación dentro de la tribu.

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δ-Cadineno (31) epi-α-Cadinol (32) α-Cadinol (33)

γ-Cadineno (34) 9,10-dehidrofukinona (35)

En dos estudios independientes realizados por El-Shazly et al. (2002) y Arancibia et al. (2013) se encontró actividad antifúngica de sesquiterpenoides del tipo furanoeremofilanos. En el primero se realizó un ensayo de dilución en placa con el aceite esencial extraído de las raíces de Senecio aegyptius var. discoideus, en el que se encontró un halo de inhibición de crecimiento de 20 mm en Aspergillus flavus a una concentración de 20 mg/mL; esta actividad se le atribuyó al 1,10-epoxifuranoeremofilano (36), encontrado en mayor proporción en las raíces de la planta. En el segundo estudio, también por un ensayo de dilución en placa, se encontró 77% de inhibición en el crecimiento de Botrytis cinerea a una concentración de 10 mg/mL de 10α,H-9-oxofuranoeremofilano (37), aislado de las partes aéreas de S. filaginoides var. filaginoides. Dentro de los sesquiterpenoides, los furanoeremofilanos tienen pocos reportes actividad antifúngica (Picman 1984), por lo que su mecanismo de acción no es conocido.

1,10-epoxifuranoeremofilano (36) 10α,H-9-oxofuranoeremofilano (37)

20 Dentro de los sesquiterpenos, se ha reportado actividad antifúngica de lactonas sesquiterpénicas (LST) por interacción del metileno exocíclico presente en el anillo lactona con grupos tioles presentes en proteínas y enzimas, afectando estructural y fisiológicamente la célula fúngica (Picman 1984). En un estudio realizado por Wu et al. (2017) probaron la actividad antifúngica por ensayos de microdilución en caldo de dos lactonas sesquiterpénicas del tipo eremofilanólidos aisladas de las raíces de Ligulariopsis shichuana, Ligushicina A (38) y B (49), que mostraron inhibición completa del crecimiento de los fitopatógenos Botrytis cinerea y Fusarium oxysporum a concentraciones de 0,05 y 0,1 mg/mL, respectivamente, y de Pyricularia oryzae a una concentración de 0,05 mg/mL de Ligushicina A.

Ligushicina A (38) Ligushicina B (39)

En la revisión realizada se encontraron resultados muy variables para la actividad antifúngica de los metabolitos secundarios de especies de la tribu Senecioneae. Una de las razones que explica esto es la gran variabilidad química y estructural que presentan las moléculas de un mismo grupo, que pueden generar variaciones en la actividad antifúngica incluso bajo el mismo mecanismo de acción (Nazzaro et al. 2017). Otra razón puede ser la variabilidad en los perfiles químicos de las plantas, encontrando especies e incluso individuos de una misma especie, que pueden acumular mayores cantidades de un determinado grupo de metabolitos dependiendo de su estado fenológico, condiciones de estrés abiótico y si está expresando mecanismos de defensa contra patógenos o herbivoría (Pais et al. 2018).

La variabilidad en los resultados también puede ser atribuida a la libertad de cada estudio de seleccionar la metodología para la evaluación de la actividad antifúngica. Se encontró que los autores emplearon técnicas estandarizadas, como los ensayos de microdilución en caldo y de difusión en placa (Lang & Buchbauer 2011), o no estandarizadas como el test de fase de vapor, e incluso métodos no reconocidos como el “Poisoned food technique”; obteniendo resultados cuantitativos y cualitativos de la actividad antifúngica, que no pueden ser comparables y no permiten establecer tendencias o predicciones sobre los efectos reales de los compuestos, y limitado su alcance y aplicación a otros estudios que busquen ahondar en el desarrollo de fungicidas naturales.

21 En la búsqueda de moléculas antifúngicas con potencial para el desarrollo de fungicidas naturales debe tenerse en cuenta la concentración a la que el compuesto a ensayar es efectivo, debido a que uno de los factores limitantes durante su producción a partir de material vegetal es la cantidad de material que requiere ser procesado para aislar el metabolito de interés (Hussain et al. 2012). Por ende, compuestos que reportan su máxima actividad inhibitoria a concentraciones tan altas, como el 10α,H-9- oxofuranoeremofilano (Tabla 2), no son considerados como viables para ser empleados en una formulación de fungicida natural; ya que para ser efectivos requerirían como mínimo la aplicación de la concentración evaluada y escalar la producción de un fungicida de tan alta concentración sería costoso y poco eficiente. Esto es contrario a lo que se busca idealmente cuando se hace investigación para el desarrollo de estos productos: i) que sea efectivo a dosis bajas, ii) con bajo riesgo de generar resistencia, iii) seguro para su aplicación, y iv) de bajo costo (Foster 2018).

Por otro lado, se encontró que en la tribu Senecioneae el uso de aceites esenciales presenta múltiples ventajas respecto al uso de compuestos puros. Una de ellas es la presencia de metabolitos cuyo mecanismo de actividad antifúngica es conocido, como los monoterpenos y sesquiterpenos, que se encuentran en altas concentraciones en los aceites esenciales de la tribu y a los que se le atribuye la actividad antifúngica, debido a la efectividad en la inhibición del crecimiento de hongos evaluados como F. oxysporum, B, cinerea y Alternaria sp., importantes patógenos de cultivos de flores (Jain et al. 2019), a bajas concentraciones de los aceites, como se observó para H. marrocana y P. amplexicaulis (Tabla 2). Esto representa una alternativa al creciente problema de la resistencia de hongos fitopatógenos de plantas ornamentales y flores de corte a los fungicidas sintéticos (Gullino & Garibaldi 2007), ya que no están catalogados con riesgo de desarrollo de resistencia por el Fungicide Resistance Action Committee (FRAC) (Brent & Hollomon, 2007).

Otras ventajas de emplear los aceites esenciales son los sinergismos que se pueden generar por la presencia de múltiples compuestos con actividad antifúngica (Chouhan et al. 2017), y la manifestación de otras actividades biológicas ejercidas por metabolitos secundarios con baja actividad antifúngica. Un ejemplo son los AP, que son acumulados por la mayoría de géneros de la tribu y han sido muy estudiados por su efectiva actividad como insecticidas (González-Coloma et al. 2002). Adicionalmente, al poder emplearse el aceite esencial no se requieren procesos de separación y purificación de compuestos, que desde el punto de vista productivo, son caros y complejos (Starmans & Nijhuis 1996), evitando un aumento en el costo de desarrollo y venta del fungicida.

22 Lo anterior indica que la aplicación de fungicidas naturales a base de los aceites esenciales de plantas de la tribu Senecioneae puede traer ventajas para productores de flores, ya que en la aplicación de un mismo extracto se pueden manifestar diferentes actividades biológicas, requiriendo menor cantidad de productos fungicidas, e incluso pesticidas sintéticos sobre los cultivos, y disminuyendo los costos correspondientes a control de plagas y enfermedades. Su aplicación además favorecería la productividad de los cultivos al evitar daños en la calidad del suelo consecuencia de la acumulación de los fungicidas sintéticos (Brauer et al. 2019), y no afectaría la calidad de vida de los floricultores y comercializadores, al no contener compuestos tóxicos que representan un riesgo para la salud de los trabajadores de campo (Toumi et al. 2017).

A pesar de las ventajas de los aceites esenciales anteriormente mencionadas, existen limitaciones en la efectividad de la actividad de los aceites esenciales como antifúngicos. Si la composición y actividad particular de todos los metabolitos presentes en este no es conocida, algunos compuestos podrían generar un efecto antagónico, disminuyendo la actividad potencial del aceite (Chouhan et al. 2017); por lo que se haría relevante ahondar en estudios más detallados de la composición y mecanismo de acción de los metabolitos presentes en los géneros de plantas que reportan potencial actividad antifúngica. Otro factor limitante en la aplicación de aceites esenciales es la relación que existe entre los metabolitos secundarios y el hongo al que se enfrenta, debido a que algunos hongos fitopatógenos han desarrollado una estrecha relación patógeno-hospedero, en la que estos generan mecanismos de evasión a los metabolitos secundarios secretados por la planta como defensa frente a la infección (Pusztahelyi et al. 2015). Un ejemplo de esto es el estudio de Asres et al. (2007a) en el que los hongos Penicillium notatum y P. funiculosum presentaron resistencia a los aceites esenciales de Solanecio gigas, mientras que A. niger fue sensible y reportó inhibición de su crecimiento, como se mencionó anteriormente. Por lo anterior, en la búsqueda de antifúngicos naturales, se requieren aceites esenciales que tengan una actividad de amplio espectro (Foster 2018), es decir, que tengan la capacidad de afectar diferentes fitopatógenos, para que su uso y aplicación no sea limitada por el tipo de planta o del fitopatógeno a atacar, y a su vez, se evite la aplicación excesiva de diferentes fungicidas sobre un mismo cultivo.

Otros compuestos como flavonoides y cumarinas son más comúnmente reconocidos y evaluados como compuestos antifúngicos (Lattanzio et al. 1994; Pusztahelyi et al. 2015; Zaynab et al. 2019), debido a que al ser moléculas con grupos funcionales oxigenados, tienen la capacidad de inhibir la actividad enzimática al interactuar con grupos sulfhidrilo o por la interacción inespecífica con las proteínas (Arif et al. 2009), y por su capacidad de alterar la conformación y permeabilidad de la membrana celular 23 (Zaynab et al. 2018). Sin embargo, en los estudios encontrados para especies de la tribu Senecioneae no se encontraron reportes de flavonoides o cumarinas como compuestos con actividad antifúngica, en parte debido a que los estudios realizados emplean hojas, tallos y raíces de las plantas y estos compuestos se acumulan mayoritariamente en flores, frutos y exudados (Venugopala et al. 2013). Según lo anterior, se requiere ampliar el estudio de metabolitos secundarios en la tribu Senecioneae a estos grupos de compuestos fenólicos, evaluando partes de la planta como flores y frutos, ya que pueden representar una potencial fuente de moléculas con actividad antifúngica para el desarrollo de fungicidas naturales.

Tabla 2. Metabolitos secundarios con actividad antifúngica producidos por algunas especies de la tribu Senecioneae

Fuente del Metabolitos identificados y/o Tipo de CIM/CIM50 Especie Microorganísmo Referencias metabolito responsables de la actividad metabolito %Inhibición CIM = Alternaria sp.* 0,5 μL/mL CIM = P. expansum 2 μL/mL (Aire) α-Pineno CIM =

Hertia Parte aérea R. stolonifer* 2 μL/mL Bammou et Monoterp. maroccana – A.E (Aire) al. 2016

CIM = β-Pineno F. oxysporum f.sp. 2 μL/mL albedinis* (Aire) CIM = A. brasiliensis S 1 μL/mL (Aire) 10% / Retrorsina F. sambucinum* 1,8 mg/mL Compuestos 35% / puros N-óxido de retrorsina Trichoderma sp.S 1,8 mg/mL Jacobaea Hol & van comerciales AP vulgaris 20% / Veen, 2002 Monocrotalina F. oxysporum* 1,8 mg/mL 35% / Hojas Mezcla de AP Trichoderma sp.S 1,8 mg/mL CIM = Ligushicina A P. oryzae* Ligulariopsis 0,05 mg/mL Wu et al. Raíces LST B. cinerea* shichuana CIM = 2017 Ligushicina B F. oxysporum* 0,1 mg/mL

7-angeloilturneforcidina R. solani* F. sporotrichoides* Marín- Pittocaulon 45% / Raíces 9-angeloilturneforcidina AP F. verticillioides* Loaiza et al. bombycophole 1 mg/mL A. niger S 2008 Neopetasitenina T. mentagrophytesD

24 Fuente del Metabolitos identificados y/o Tipo de CIM/CIM50 Especie Microorganísmo Referencias metabolito responsables de la actividad metabolito %Inhibición R. solani* 7-angeloildihidroxiheliotridano F. sporotrichoides* 45% / P. praecox Flores F. verticillioides* 1 mg/mL 9-angeloildihidroxiheliotridano A. niger S T. mentagrophytesD

Senkirkina Marín- AP Loaiza et al. Senecionina 2008 R. solani* 30% / Raíces y P. hintonii Integerrimina F. sporotrichoides* 1 mg/mL flores T. mentagrophytesD Platifilina

Neoplatifilina

CIM50 = M. phaseolina* 157, 05 μg/mL CIM50 = F. oxysporum* α-Felandreno 159, 08 μg/mL

Pentacalia Raíces – CIM50 = Singh et al. o-Cimeno Monoterp. S. rolfsii* amplexicaulis A.E 164,96 μg/mL 2015

CIM50 = β-Ocimeno P. debaryanum* 187,47 μg/mL

CIM50 = R. solani* 199,27 μg/mL Senecio filaginoides Parte aérea 10α,H-9- 77%/ Arancibia et Sesquiterp. B. cinerea* var. – A.E oxofuranoeremofilano 10 mg/mL al. 2013 filaginoides

S. nutans cis-β-Ocimeno Monoterp. Parte aérea F. graminearum* CIM = Galvez et al. – A.E F. verticillioides* 1,2 mg/mL 2018 S. viridis 9,10 dehidrofukinona Sesquiterp.

Sabineno

Solanecio CIM = Asres et al. Flores – A.E Terpinen-4-ol Monoterp. gigas A. niger S 800 μg/mL 2007

α-Felandreno

δ-Cadineno

epi-α-Cadinol Xenophyllum Parte aérea A. fumigatus S CIM = González et Sesquiterp. poposum – A.E 0,025 mg/mL al. 2012 α-Cadinol T. rubrum D

γ-Cadineno

Convenciones= *: hongos patógenos de plantas; D: hongos dermatofitos; S: hongos saprófitos Abreviaturas= A.E: aceites esenciales; AP: alcaloide pirrolizidínico; LST: lactonas sesquiterpénica; Monoterp.: monoterpeno; Sesquiterp.: sesquiterpeno

25 CONCLUSIÓN En la revisión realizada se encontró que la tribu Senecioneae produce una diversidad de metabolitos secundarios, que presentan diferentes actividades biológicas, como anti-herbivoría, insecticida, antimicrobiana y otras como antioxidantes, anti-inflamatorios y anticancerígenos. Particularmente, se encontraron pocos estudios que evalúen la actividad antifúngica de los metabolitos secundarios producidos por la tribu, y los resultados presentados son altamente variables. Sin embargo, se reconoció el gran potencial antifúngico de los aceites esenciales de la tribu debido a la presencia de compuestos como monoterpenos y sesquiterpenos y a su efectividad en la inhibición del crecimiento de hongos fitopatógenos a bajas concentraciones aplicadas. Por esto, se identificó el potencial de esta tribu para la búsqueda de compuestos en el desarrollo de fungicidas naturales, principalmente a partir de sus aceites esenciales, que demostraron la mejor actividad antifúngica y presentan otras ventajas que podrían ser aprovechadas en el control de fitopatógenos de cultivos de flores.

AGRADECIMIENTOS A las profesoras Maria Ximena Rodriguez y Elizabeth Gil por su guía y enseñanza; a los grupos UNIDIA y GIFUJ por la compañía y ayuda en el proceso creativo, a mi novio y familia por la ayuda técnica y emocional y a la Pontificia Universidad Javeriana, por dos carreras y seis años llenos de aprendizaje, experiencia y crecimiento personal y profesional.

BIBLIOGRAFÍA

Aal, M. A., Bohlmann, F., Sarg, T., EL-Domiaty, M., & Nordenstam, B. (1988). Oplopane Derivatives from Acrisione denticulata. Phytochemistry, 27(8), 2599–2602.

Akhgar, M. R., Shariatifar, M., Akhgar, A. R., Moradalizadeh, M., & Faghihi-Zarandi, A. (2012). Chemical composition and antibacterial activity of the leaf essential oil from Hertia intermedia. Chemistry of Natural Compounds, 48(2), 329–331. https://doi.org/10.1007/s10600-012-0240-2

Aldana, M., De Prado, R., & Martínez, M. J. (2011). Leaching of oxadyxil and tebuconazole in Colombian soil. Communications in Agricultural and Applied Biological Sciences, 76(4), 909–914.

AL-Taweel, A. M., El-Deeb, K. S., & AL-Muhtadi, F. J. (2004). Chemical composition and antimicrobial activity of the essential oil of Kleinia odora. Saudi Pharmaceutical Journal, 12(1), 47–50.

Amorim, M. H. R., Gil Da Costa, R. M., Lopes, C., & Bastos, M. M. S. M. (2013). Sesquiterpene lactones: Adverse health effects and toxicity mechanisms. Critical Reviews in Toxicology, 43(7), 559–579. https://doi.org/10.3109/10408444.2013.813905

26 Aniszewski, T. (2007). Alkaloids - Secrets of Life: - 1st Edition. Elsevier Science. (pp. 334)

Aquino, R., Morelli, S., Tomaino, A., Pellegrino, M., Saija, A., Grumetto, L., … Bonina, F. (2002). Antioxidant and photoprotective activity of a crude extract of Culcitium reflexum H.B.K. leaves and their major flavonoids. Journal of Ethnopharmacology, 79(2), 183–191. https://doi.org/10.1016/S0378-8741(01)00379-8

Arancibia, L., Naspi, C., Pucci, G., & Arce, M. (2013). Biological activity of a furanoeremophilane isolated from Senecio filaginoides var. filaginoides. Boletin Latinoamericano y Del Caribe de Plantas Medicinales y Aromaticas, 12(1), 18–23.

Araujo Baptista, L. M., Vimos-Sisa, K., Cruz-Tenempaguay, R., Falconí-Ontaneda, F., Rojas-Fermín, L., & González-Romero, A. C. (2020). Componentes químicos y actividad antimicrobiana del aceite esencial de Lasiocephalus ovatus (Asteraceae) que crece en Ecuador. Acta Biológica Colombiana, 25(1), 22–28. https://doi.org/10.15446/abc.v25n1.75728

Arciniegas, A., Pérez-Castorena, A. L., González, K., Reyes-Lezama, M., Villaseñor, J. L., & De Vivar, A. R. (2013). Pyrrolizidine alkaloids and diterpenes from Villasenoria orcuttii. Journal of the Brazilian Chemical Society, 24(7), 1167–1171. https://doi.org/10.5935/0103-5053.20130149

Arciniegas, A., Pérez-Castorena, A. L., Nieto-Camacho, A., Maldonado Ironzi, J., Villaseñor, J. L., & Romo De Vivar, A. (2015). Chemical Composition and Anti-Inflammatory Activity of Roldana platanifolia. Quimica Nova, 38(9), 1172–1175. https://doi.org/10.5935/0100-4042.20150133

Arciniegas, A., Pérez-Castorena, A. L., Nieto-Camacho, A., Villaseñor, J. L., & De Vivar, A. R. (2009). Chemical constituents of Psacalium sinuatum. Journal of the Mexican Chemical Society, 53

Arciniegas, A., Pérez-Castorena, A. L., Reyes, S., Contreras, J. L., & De Vivar, A. R. (2003). New oplopane and eremophilane derivatives from Robinsonecio gerberifolius. Journal of Natural Products, 66(2), 225–229. https://doi.org/10.1021/np0203739

Arciniegas, A., Pérez-Castorena, A. L., Villaseñor, J. L., & Romo De Vivar, A. (2004). Chemical constituents of Roldana aschenborniana. Biochemical Systematics and Ecology, 32(6), 615–618. https://doi.org/10.1016/j.bse.2003.10.005

Arif, T., Bhosale, J. D., Kumar, N., Mandal, T. K., Bendre, R. S., Lavekar, G. S., & Dabur, R. (2009). Natural products - Antifungal agents derived from plants. Journal of Asian Natural Products Research, 11(7), 621–638. https://doi.org/10.1080/10286020902942350

Arun, K. D., Prabu, N. R., Stalin, N., & Swamy, P. S. (2014). Chemical composition of essential oils in the leaves of Delairea odorata during flowering and post-flowering periods. Chemistry of Natural Compounds, 49(6), 1158–1159. https://doi.org/10.1007/s10600-014-0848-5

Asada, Y., Shiraishi, M., Takeuchi, T., Osawa, Y., & Furuya, T. (1975). Pyrrolizidine Alkaloids from Crassocephalum crepidioides. Planta Medica, 15655(8), 539–540.

27 Asres, K., Mazumder, A., El-Fiky, F., & Bucar, F. (2007a). Chemical composition and antimicrobial activity of the flower essential oil of Solanecio gigas (Vatke) C. Jeffrey. International Journal of Essential Oil Therapeutics, 1(3), 135–139.

Asres, K., Sporer, F., & Wink, M. (2007b). Identification and quantification of hepatotoxic pyrrolizidine alkaloids in the Ethiopian medicinal plant Solanecio gigas (Asteraceae). Pharmazie, 62(9), 709– 713. https://doi.org/10.1691/ph.2007.9.6766

Baldovino, S., Rojas, J., Rojas, L. B., Lucena, M., Buitrago, A., & Morales, A. (2009). Chemical composition and antibacterial activity of the essential oil of Monticalia andicola (Asteraceae) collected in Venezuela. Natural Product Communications, 4(11), 1601–1604. https://doi.org/10.1177/1934578x0900401129

Bammou, M., Bouhlali, E. D. T., Sellam, K., Ibijbijen, J., El Rhaffari, L., & Nassiri, L. (2016). Liquid and vapour-phase bioactivity of Hertia maroccana (Batt.) Maire essential oil: An endemic Asteraceae from Morocco. Journal of Applied Pharmaceutical Science, 6(3), 131–136. https://doi.org/10.7324/JAPS.2016.60323

Bautista Silva, J. P., Barbosa Barbosa, H. de J., & Uribe Vélez, D. (2016). Prototipo de formulación a base de Rhodotorula mucilaginosa para el control de Botrytis cinerea en Rosas. Revista Colombiana de Biotecnología, 18(2), 13. https://doi.org/10.15446/rev.colomb.biote.v18n2.55826

Bohlmann, F., Ahmed, M., Robinson, Harold E., and King, Robert M. (1981). A petasol derivative from Hoehnephytum imbricatum. Phytochemistry 20:1157–1158

Bohlmann, F., & Abraham, W. R. (1978). Neue sesquiterpene und acetylenverbindungen aus Cineraria- arten. Phytochemistry, 17(9), 1629–1635. https://doi.org/10.1016/S0031-9422(00)94657-0

Bohlmann, F., & Abraham, W. R. (1979). Ein neuer sesquiterpenalkohol und andere inhaltsstoffe aus Doronicum pardalianches. Phytochemistry, 18(4), 668–671. https://doi.org/10.1016/S0031- 9422(00)84289-2

Bohlmann, F., Gupta, R. K., Jakupovic, J., King, R. M., & Robinson, H. (1982). Four oplopanone and bisabolone derivates from Rugelia nudicaulis. Phytochemistry, 21(7), 1665–1668.

Bohlmann, F., & Knoll, K. (1978). Weitere furanoeremophilane aus Othonna-arten. Phytochemistry, 17, 461–465.

Bohlmann, F., & Rao, N. (1973). Neue furanoeremophilane aus Othonna quinquedentata (Thunb.). Tetrahedron Letters, 69(8), 613–616.

Bohlmann, F., & Van, N. L. (1978). Neue Sesqui- und Diterpene aus Bedfordia salicina. Phytochemistry, 17(7), 1173–1178.

Bohlmann, F., & Wallmeyer, M. (1982). Furanoeremophilanes from Lopholaena species. Phytochemistry, 21(8), 2126–2127.

28 Bohlmann, F., & Zdero, C. (1978). Neue furanoeremophilane und andere sesquiterpene aus vertretern der gattung Euryops. Phytochemistry, 17(7), 1135–1153. https://doi.org/10.1016/S0031- 9422(00)94305-X

Bohlmann, F., & Zdero, C. (1982). Germacrene derivates and other sesquiterpenes from Senecio species and Lordhowea insularis. Phytochemistry, 21(10), 2537–2541.

Bohm, B. A., & Stuessy, T. F. (2001). Flavonoids of the Sunflower Family (Asteraceae) (1st ed.). Wien: Springer-Verlag.

Brauer, V. S., Rezende, C. P., Pessoni, A. M., De Paula, R. G., Rangappa, K. S., Nayaka, S. C., … Almeida, F. (2019). Antifungal agents in agriculture: Friends and foes of public health. Biomolecules, 9(10), 1–22. https://doi.org/10.3390/biom9100521

Brent, K. J., & Hollomon, D. W. (2007). Fungicide Resistance in Crop Pathogens: How Can it be Managed? Brussels. Retrieved from www.frac.info

Brilhante, R. S. N., Caetano, É. P., Lima, R. A. C. de, Marques, F. J. de F., Castelo-Branco, D. de S. C. M., Melo, C. V. S. de, … Sidrim, J. J. C. (2016). Terpinen-4-ol, tyrosol, and β-lapachone as potential antifungals against dimorphic fungi. Brazilian Journal of Microbiology, 47(4), 917–924. https://doi.org/10.1016/j.bjm.2016.07.015

Buitrago, D., Velasco, J., Díaz, T., & Morales, A. (2012). Chemical composition and antibacterial activity of the essential oil of Monticalia imbricatifolia Schultz (Asteraceae). Revista Latinoamericana de Química, 40(1), 13–18.

Burgueño-Tapia, E., & Joseph-Nathan, P. (2003). Cacalolides from Senecio barba-johannis. Magnetic Resonance in Chemistry, 41(5), 386–390. https://doi.org/10.1002/mrc.1179

Butnariu, M., & Sarac, I. (2018). Essential Oils from Plants. Journal of Biotechnology and Biomedical Science, 1(4), 35–43. https://doi.org/10.14302/issn.2576

Cámara de Comercio de Bogotá. (2015). Flores & follajes. Recuperado de: https://bibliotecadigital.ccb.org.co/bitstream/handle/11520/14311/Flore Follajes.pdf?sequence=1 %0Ahttps://bibliotecadigital.ccb.org.co/handle/11520/14311

Cane, D. E. (1999). Sesquiterpene Biosynthesis: Cyclization Mechanisms. In Comprehensive Natural Products Chemistry (pp. 155–200). https://doi.org/10.1016/b978-0-08-091283-7.00039-4

Cárdenas, J., Rojas, J., Rojas-Fermin, L., Lucena, M., & Buitrago, A. (2012). Essential oil composition and antibacterial activity of Monticalia greenmaniana (Asteraceae). Natural Product Communications, 7(2), 243–244. https://doi.org/10.1177/1934578x1200700234

Carrillo-Hormaza, L., Mora, C., Alvarez, R., Alzate, F., & Osorio, E. (2015). Chemical composition and antibacterial activity against Enterobacter cloacae of essential oils from Asteraceae species growing in the Páramos of Colombia. Industrial Crops and Products, 77, 108–115. https://doi.org/10.1016/j.indcrop.2015.08.047

29 Chaturvedi, D. (2011). Sesquiterpene lactones : Structural diversity and their biological activities. In Opportunity, Challenge and Scope of Natural Products in Medicinal Chemistry (Vol. 661, pp. 313– 334). Research Signpost.

Chouhan, S., Sharma, K., & Guleria, S. (2017). Antimicrobial Activity of Some Essential Oils—Present Status and Future Perspectives. Medicines, 4(4), 58. https://doi.org/10.3390/medicines4030058

Croteau, R., Kutchan, T. M., & Lewis, N. G. (2000). Natural Products (Secondary Metabolites). In B. Buchanan, W. Gruissem, & R. Jones (Eds.), Biochemestry & Molecular Biology of Plants (pp. 1250–1318). American Society of Plant Physiologists. https://doi.org/10.1201/b11003-3

Cushnie, T. P. T., Cushnie, B., & Lamb, A. J. (2014). Alkaloids: An overview of their antibacterial, antibiotic-enhancing and antivirulence activities. International Journal of Antimicrobial Agents, 44(5), 377–386. https://doi.org/10.1016/j.ijantimicag.2014.06.001

Davis, E. M. (2010). Advances in the enzymology of monoterpene cyclization reactions. Comprehensive Natural Products II: Chemistry and Biology, 1, 585–608. https://doi.org/10.1016/b978-008045382- 8.00004-6

De Lira, S. P., Seleghim, M. H. R., Williams, D. E., Marion, F., Hamill, P., Jean, F., … Berlinck, R. G. S. (2007). A SARS-coronovirus 3CL protease inhibitor isolated from the marine sponge Axinella cf. corrugata: Structure elucidation and synthesis. Journal of the Brazilian Chemical Society, 18(2), 440–443. https://doi.org/10.1590/s0103-50532007000200030

De Salmeron, M. S. A., Kavka, J., & Giordano, O. S. (1983). Furanoeremophilanes in Senecio filaginoides and S. pinnatus. Planta Medica, 47(4), 221–223. https://doi.org/10.1055/s-2007- 969991

Delgado, G., Garcia, P. E., Roldan, R. I., Bye, R., & Linares, E. (1996). New eremophilane sesquiterpene lactones from the roots of the medicinal plant Roldana sessilifolia (Asteraceae). Natural Product Letters, 8(2), 145–150. https://doi.org/10.1080/10575639608043254

Díaz-Piedrahita, S. & Cuatrecasas, J. (1999). Asteráceas de la Flora de Colombia. Senecioneae I. Géneros Dendrophorbium y Pentacalia. Academia Colombiana de Ciencias Exactas, Físicas y Naturales, Colección Jorge Álvarez Lleras 12. (pp. 389) Bogotá D.C.

Domínguez, D. M., Reina, M., Santos-Guerra, A., Santana, O., Agulló, T., López-Balboa, C., & Gonzalez-Coloma, A. (2008). Pyrrolizidine alkaloids from Canarian endemic plants and their biological effects. Biochemical Systematics and Ecology, 36(3), 153–166. https://doi.org/10.1016/j.bse.2007.08.015

Edris A.E. & Farrag E.S. (2003). Antifungal activity of peppermint and sweet basil essential oils and their major aroma constituents on some plant pathogenic fungi from the vapor phase. Food/Nahrung, 47(2), 117-121. https://doi.org/10.1002/food.200390021

Ehmke, A., von Borstel, K., & Hartmann, T. (1988). Alkaloid N-oxides as transport and vacuolar storage compounds of pyrrolizidine alkaloids in Senecio vulgaris L. Planta, 176(1), 83–90. https://doi.org/10.1007/BF00392483

30 El-Shazly, A., Doral, G., & Wink, M. (2002). Chemical composition and biological activity of the essential oils of Senecio aegyptius var. discoideus Boiss. Zeitschrift Fur Naturforschung - Section C Journal of Biosciences, 57(5–6), 434–439. https://doi.org/10.1515/znc-2002-5-605

Fischer, N. H. (1990). Sesquiterpene lactones: Biogenesis and Biomimetic Transformations. In G. H. N. Towers & H. A. Stafford (Eds.), Biochemistry of the Mevalonic Acid Pathway to Terpenoids (pp. 161–192). New York: Plenum Press.

Foster, A. J. (2018). Identification of Fungicide Targets in Pathogenic Fungi. In T. Anke & A. Schüffler (Eds.), Physiology and Genetics: Selected Basic and Applied Aspects (pp. 277–296). Cham: Springer International Publishing. https://doi.org/10.1007/978-3-319-71740-1_9

Fraga, B. M., Díaz, C. E., Amador, L. J., Reina, M., Santana, O., & González-Coloma, A. (2014). Bioactive compounds from transformed root cultures and aerial parts of Bethencourtia hermosae. Phytochemistry, 108, 220–228. https://doi.org/10.1016/j.phytochem.2014.09.010

Fu, P. P., Xia, Q., Lin, G., & Chou, M. W. (2004). Pyrrolizidine Alkaloids - Genotoxicity, Metabolism Enzymes, Metabolic Activation, and Mechanisms. Drug Metabolism Reviews, 36(1), 1–55. https://doi.org/10.1081/DMR-120028426

Funk, V. A., Bayer, R. J., Keeley, S., Chan, R., Watson, L., Gemeinholzer, B., … Jansen, R. K. (2005). Everywhere but Antarctica: Using a supertree to understand the diversity and distribution of the Compositae. Kongelige Danske Videnskabernes Selskab, Biologiske Skrifter (Vol. 55).

Funk, V. A., Sussana, A., Stuess, T. F., & Bayer, R. J. (2009). Systematics, Evolution, and Biogeography of Compositae. Viena: International Association for Plant Taxonomy.

Galvez, C. E., Jimenez, C. M., Gomez, A. de los A., Lizarraga, E. F., & Sampietro, D. A. (2018). Chemical composition and antifungal activity of essential oils from Senecio nutans, Senecio viridis, Tagetes terniflora and Aloysia gratissima against toxigenic Aspergillus and Fusarium species. Natural Product Research, 34(10), 1442–1445. https://doi.org/10.1080/14786419.2018.1511555

Garduño-Ramírez, M. L., Trejo, A., Navarro, V., Bye, R., Linares, E., & Delgado, G. (2001). New modified eremophilanes from the roots of Psacalium radulifolium. Journal of Natural Products, 64(4), 432–435. https://doi.org/10.1021/np000385z

Gershenzon, J., & Dudareva, N. (2007). The function of terpene natural products in the natural world. Nature Chemical Biology. Nature Publishing Group. https://doi.org/10.1038/nchembio.2007.5

Gong, Y., Meng, X. H., & Zhu, Y. (2018). Phytochemical and chemotaxonomic study on the whole plants of Ligularia sagitta. Biochemical Systematics and Ecology, 80(April), 122–127. https://doi.org/10.1016/j.bse.2018.07.006

González-Coloma, A., Reina, M., Gutiérrez, C., & Fraga, B. M. (2002). Natural insecticides: Structure diversity, effects and structure-activity relationships. A case study. Studies in Natural Products Chemistry, 26(PART G), 849–879. https://doi.org/10.1016/S1572-5995(02)80020-5

González, A. M., Tracanna, M. I., Amani, S. M., Schuff, C., Poch, M. J., Bach, H., & Catalán, C. A. N. (2012). Chemical composition, antimicrobial and antioxidant properties of the volatile oil and 31 methanol extract of Xenophyllum poposum. Natural Product Communications, 7(12), 1663–1666. https://doi.org/10.1177/1934578x1200701230

Gullino, M. L., & Garibaldi, A. (2007). Critical aspects in management of fungal diseases of ornamental plants and directions in research. Phytopathologia Mediterranea, 46(2), 135–149. https://doi.org/10.14601/Phytopathol_Mediterr-2150

Hägele, B. F., Wildi, E., Harmatha, J., Pavlík, M., & Rowell-Rahier, M. (1998). Long-term effects on food choice of land snail Arianta arbustorum mediated by petasin and furanopetasin, two sesquiterpenes from Petasites hybridus. Journal of Chemical Ecology, 24(11), 1733–1743. https://doi.org/10.1023/A:1022343113650

Harborne, J. B., & Mabry, T. J. (1982). The Flavonoids. The Flavonoids (1st ed.). Springer US. https://doi.org/10.1007/978-1-4899-2915-0

Harmatha, J., Samek, Z., Synáčková, M., Novotný, L., Herout, V., & Šorm, F. (1976). Neutral components of the extract from Homogine alpina (L.) CASS. Collection of Czechoslovak Chemical Communications, 41(7), 2047–2058. https://doi.org/10.1135/cccc19762047

Hartmann, T., Ehmke, A., Eilert, U., von Borstel, K., & Theuring, C. (1989). Sites of synthesis, translocation and accumulation of pyrrolizidine alkaloid N-oxides in Senecio vulgaris L. Planta, 177(1), 98–107. https://doi.org/10.1007/BF00392159

Hegnauer, R. (1989). Chemotaxonomie der Pflanzen (1st ed., Vol. 8). Boston: Springer Basel AG. https://doi.org/10.1007/978-3-0348-9283-4

Hernández, J., Rojas-Fermin, L. B., Amaro-Luis, J., Pouységu, L., Quideau, S., & Usubillaga, A. (2015). Chemical composition of the essential oil of Gynoxys meridana from Mérida, Venezuela. Natural Product Communications, 10(4), 653–654.

Hernández, J., Bracho, I., Rojas-Fermin, L. B., Usubillaga, A., & Carmona, J. (2013). Chemical composition of the essential oil of Erechtites valerianaefolia from Mérida, Venezuela. Natural Product Communications, 8(10), 1477–1478. https://doi.org/10.1177/1934578x1300801036

Hikichi, M., & Furuya, T. (1974). Syneilesine, a New Pyrrolizidine Alkaloid from Syneleisis palmata. Tetrahedron Letters, (41), 3657–3660.

Hol, W. H. G., & Van Veen, J. A. (2002). Pyrrolizidine alkaloids from Senecio jacobaea affect fungal growth. Journal of Chemical Ecology, 28(9), 1763–1772. https://doi.org/10.1023/A:1020557000707

Hollomon, D. W. (2015). Fungicide Resistance in Plant Pathogens. In H. Ishii & D. W. Hollomon (Eds.), Fungicide Resistance in Plant Pathogens (pp. 3–11). Springer Japan. https://doi.org/10.1007/978- 4-431-55642-8

Huang, G. Du, Yang, Y. J., Wu, W. S., & Zhu, Y. (2010). Terpenoids from the aerial parts of Parasenecio deltophylla. Journal of Natural Products, 73(11), 1954–1957. https://doi.org/10.1021/np1004505

32 Hussain, M. S., Fareed, S., Ansari, S., Rahman, M. A., Ahmad, I. Z., & Saeed, M. (2012). Current approaches toward production of secondary plant metabolites. Journal of Pharmacy and Bioallied Sciences, 4(1), 10–20. https://doi.org/10.4103/0975-7406.92725

Ivie, G. W., Witzel, D. A., Herz, W., Kannan, R., Norman, J. O., Rushing, D. D., … Veech, J. A. (1975). Hymenovin. Major Toxic Constituent of Western Bitterweed (Hymenoxys odorata DC). Journal of Agricultural and Food Chemistry, 23(5), 841–845. https://doi.org/10.1021/jf60201a051

Jain, A., Sarsaiya, S., Wu, Q., Lu, Y., & Shi, J. (2019). A review of plant leaf fungal diseases and its environment speciation. Bioengineered, 10(1), 409–424. https://doi.org/10.1080/21655979.2019.1649520

Jakupovic, J., Bohlmann, F., & Grenz, M. (1989). Furanoeremophilanes from Hertia pallens. Phytochemistry, 28(11), 3231–3232.

Jakupovic, J., & Grenz, M. (1989). A Further Bakkenolide a Derivative from Homogyne alpina. Planta Medica, 55, 571–572.

Jakupovic, J., Pathak, V. P., Grenz, M., Banerjee, S., Wolfrum, C., Baruah, R. N., & Bohlmann, F. (1987). Sesquiterpene derivatives from Othonna and related species. Phytochemistry, 26(4), 1049– 1052. https://doi.org/10.1016/S0031-9422(00)82348-1

Jakupovic, J., Zdero, C., & King, R. M. (1995). Furanoeremophilanes from Gynoxys species. Phytochemistry, 40(6), 1677–1679.

Jin, A., Wu, W. M., Yu, H. Y., Zhou, M., Liu, Y., Tian, T., & Ruan, H. L. (2015). Bisabolane-Type Sesquiterpenoids from the Whole Plant of Parasenecio rubescens. Journal of Natural Products, 78(8), 2057–2066. https://doi.org/10.1021/acs.jnatprod.5b00380

Jin, A., Wu, W., & Ruan, H. (2017). Sesquiterpenoids and monoterpenoid coumarins from Parasenecio rubescens. RSC Advances, 7(9), 5167–5176. https://doi.org/10.1039/c6ra24833k

Joosten, L., & Van Veen, J. A. (2011). Defensive properties of pyrrolizidine alkaloids against microorganisms. Phytochemistry Reviews, 10(1), 127–136. https://doi.org/10.1007/s11101-010- 9204-y

Joshi (Shrestha), S. (2016). Taxonomic significance of volatile organic metabolites in Synotis (C.B. Clarke) C. Jeffrey & Y.L. Chen. World Journal of Pharmaceutical Research, 5(11), 1564–1572. https://doi.org/10.20959/wjpr201611-7357

Joshi, R. K. (2014). Study on Essential Oil Composition of The Roots of Crassocephalum crepidioides (Benth.) S. Moore. J. Chilean Chemical Society, 59(1), 2363–2365.

Judzentiene, A., & Budiene, J. (2011). Volatile oils of flowers and stems of Tussilago farfara L. from Lithuania. Journal of Essential Oil-Bearing Plants, 14(4), 413–416. https://doi.org/10.1080/0972060X.2011.10643595

33 Kim, J. Y., Oh, T. H., Kim, B. J., Kim, S. S., Lee, N. H., & Hyun, C. G. (2008). Chemical composition and anti-inflammatory effects of essential oil from Farfugium japonicum flower. Journal of Oleo Science, 57(11), 623–628. https://doi.org/10.5650/jos.57.623

Kubitzki, K. (2007). The Families and Genera of Vascular Plants: Eudicots: Asterales. (J. W. Kadereit & C. Jeffrey, Eds.) (Vol. 7). Berlin: Springer-Verlag. https://doi.org/10.1017/CBO9781107415324.004

Kulanthaivel, P., & Benn, M. H. (1986). A new truxillate and some flavonoid esters from the leaf gum of Traversia baccharoides Hook. f. Canadian Journal of Chemistry, 64, 514–519.

Kuroda, C., Hanai, R., Nagano, H., Tori, M., & Gong, X. (2012). Diversity of furanoeremophilanes in major Ligularia species in the Hengduan Mountains. Natural Product Communications, 7(4), 539– 548. https://doi.org/10.1177/1934578x1200700431

Lang, G., & Buchbauer, G. (2011). A review on recent research results (2008-2010) on essential oils as antimicrobials and antifungals. A review. Flavour and Fragrance Journal, 27(1), 13–39. https://doi.org/10.1002/ffj.2082

Langel, D., Ober, D., & Pelser, P. B. (2011). The evolution of pyrrolizidine alkaloid biosynthesis and diversity in the Senecioneae. Phytochemistry Reviews, 10(1), 3–74. https://doi.org/10.1007/s11101- 010-9184-y

Lattanzio, V., De Cicco, V., Di Venere, D., Limal, G., & Salernol, M. (1994). Antifungal Activity of Phenolics Against Fungi Commonly Encountered During Storage. Italian Journal of Food Science, 1, 23–30.

Lazarević, J., Radulović, N., Palić, R., & Zlatković, B. (2009). Chemical composition of the essential oil of Doronicum austriacum Jacq. Subsp. Giganteum (Griseb.) Stoj. Et Stef. (Compositae) From Serbia. Journal of Essential Oil Research, 21(6), 507–510. https://doi.org/10.1080/10412905.2009.9700230

Lesmes-Fabian, C., & Binder, C. R. (2013). Pesticide flow analysis to assess human exposure in greenhouse flower production in Colombia. International Journal of Environmental Research and Public Health, 10(4), 1168–1185. https://doi.org/10.3390/ijerph10041168

Li, E. W., Pan, J., Gao, K., & Jia, Z. J. (2005). New eremophilenolides from Cacalia pilgeriana. Planta Medica, 71(12), 1140–1144. https://doi.org/10.1055/s-2005-873132

Li, X.-Q., Gao, K., & Jia, Z.-J. (2003). Eremophilenolides and other constituents from the roots of Ligularia sagitta. Planta Medica, 69, 356–360.

Liu, T., Wu, H., Zhang, J., Deng, W., & Yang, L. (2020). Modified Eremophilanes from Parasenecio hastatus and Their Neuroprotective Activities. Journal of Natural Products, 83(2), 185–193. https://doi.org/10.1021/acs.jnatprod.9b00217

Lock, O., & Rojas, R. (2019). Phytochemistry and biological activities of Werneria and Xenophyllum species. Boletin Latinoamericano y Del Caribe de Plantas Medicinales y Aromaticas, 18(3), 223– 238. 34 Lorenzo, D., Saavedra, G., Loayza, I., & Dellacassa, E. (2001). Composition of the essential oil of Erechtites hieracifolia from Bolivia. Flavour and Fragrance Journal, 16(5), 353–355. https://doi.org/10.1002/ffj.1010

Maggio, A., Venditti, A., Senatore, F., Bruno, M., & Formisano, C. (2015). Chemical composition of the essential oil of Jacobaea maritima (L.) Pelser & Meijden and Jacobaea maritima subsp. bicolor (Willd.) B. Nord. & Greuter (Asteraceae) collected wild in Croatia and Sicily, respectively. Natural Product Research, 29(9), 857–863. https://doi.org/10.1080/14786419.2014.991928

Majouli, K., Besbes Hlila, M., Hamdi, A., Flamini, G., Ben Jannet, H., & Kenani, A. (2016). Antioxidant activity and α-glucosidase inhibition by essential oils from Hertia cheirifolia (L.). Industrial Crops and Products, 82, 23–28. https://doi.org/10.1016/j.indcrop.2015.12.015

Marín-Loaiza, J. C., Ávila, J. G., Canales, M., Hernandez, T., & Céspedes, C. L. (2008). Antifungal and antibacterial activities of endemic Pittocaulon spp. from Mexico. Pharmaceutical Biology, 46(1– 2), 66–71. https://doi.org/10.1080/13880200701734505

Matos, M. J., Santana, L., Uriarte, E., Abreu, O. A., Molina, E., & Yordi, E. G. (2015). Coumarins — An Important Class of Phytochemicals. In Phytochemicals - Isolation, Characterisation and Role in Human Health (pp. 113–140). InTech. https://doi.org/10.5772/59982

Mattocks, A. (1968). Toxicity of Pyrrolizidine alkaloids. Nature, 217, 723.

Miron, D., Battisti, F., Silva, F. K., Lana, A. D., Pippi, B., Casanova, B., … Schapoval, E. E. S. (2014). Antifungal activity and mechanism of action of monoterpenes against dermatophytes and yeasts. Brazilian Journal of Pharmacognosy, 24(6), 660–667. https://doi.org/10.1016/j.bjp.2014.10.014

Morales, G., Bórquez, J., Mancilla, A., Pedreros, S., & Loyola, L. A. (1986). Constituents of Chersodoma jodopappa. Journal of Natural Products, 49(6), 1140–1141. https://doi.org/10.1126/science.180.4081.87-b

Moreira, R., Pereira, D. M., Valentão, P., & Andrade, P. B. (2018). Pyrrolizidine alkaloids: Chemistry, pharmacology, toxicology and food safety. International Journal of Molecular Sciences, 19(6). https://doi.org/10.3390/ijms19061668

Nazzaro, F., Fratianni, F., Coppola, R., & De Feo, V. (2017). Essential oils and antifungal activity. Pharmaceuticals, 10(4), 1–20. https://doi.org/10.3390/ph10040086

Novotný, L., Kotva, K., Toman, J., & Herout, V. (1972). Sesquiterpenes from Petasites. Phytochemistry, 11(9), 2795–2799. https://doi.org/10.1016/S0031-9422(00)86515-2

Ordóñez, P. E., Quave, C. L., Reynolds, W. F., Varughese, K. I., Berry, B., Breen, P. J., … Compadre, C. M. (2011). Sesquiterpene Lactones from Gynoxys verrucosa and their Anti- MRSA Activity. Journal of Ethnopharmacology, 137(2), 1055–1059. https://doi.org/10.1038/jid.2014.371

Othman, L., Sleiman, A., & Abdel-Massih, R. M. (2019). Antimicrobial activity of polyphenols and alkaloids in middle eastern plants. Frontiers in Microbiology, 10(911), 1–28. https://doi.org/10.3389/fmicb.2019.00911

35 Owokotomo, I. A., Ekundayo, O., Oladosu, I. A., & Aboaba, S. A. (2012). Analysis of the Essential Oils of Leaves and Stems of Crassocephalum crepidioides Growing in South Western Nigeria. International Journal of Chemistry, 4(2). https://doi.org/10.5539/ijc.v4n2p34

Pacheco, P., Crawford, D. J., Stuessy, T. F., & O, M. S. (1985). Flavonoid Evolution in Robinsonia (Compositae) of the Juan Fernandez Islands. American Journal of Botany, 72(7), 989–998. https://doi.org/10.1002/j.1537-2197.1985.tb08343.x

Pais, A. L., Li, X., & (Jenny) Xiang, Q. Y. (2018). Discovering variation of secondary metabolite diversity and its relationship with disease resistance in Cornus florida L. Ecology and Evolution, 8(11), 5619–5636. https://doi.org/10.1002/ece3.4090

Pang, X. Y., Li, Y. X., Gong, Y., Yan, Y., Li, H. F., & Zhu, Y. (2017). Sesquiterpenes from the whole plants of Parasenecio roborowskii. Fitoterapia, 116, 24–33. https://doi.org/10.1016/j.fitote.2016.10.010

Paolini, J., Nasica, E., Desjobert, J. M., Muselli, A., Bernardini, A. F., & Costa, J. (2008). Analysis of volatile constituents isolated by hydrodistillation and headspace solid-phase microextraction from Adenostyles briquetii Gamisans. Phytochemical Analysis, 19(3), 266–276. https://doi.org/10.1002/pca.1047

Pedrozo, J. A., Torrenegra, R. D., Téllez, A. N., & Granados, A. (2006). Nueva fuente de quinoles, la superficie foliar de Pentacalia ledifolia y Pentacalia corymbosa y sus propiedades antifúngicas. Revista Brasileira de Farmacognosia, 16(September 2014), 591–595. https://doi.org/10.1590/s0102-695x2006000500002

Pelser, P. B., Nordenstam, B., Kadereit, J. W., & Watson, L. E. (2007). An ITS phylogeny of tribe Senecioneae (Asteraceae) and a new delimitation of Senecio L. Taxon, 56(4), 1077–1104. https://doi.org/10.2307/25065905

Pérez-Castorena, A. L., Arciniegas, A., Hernández, M. L., De La Rosa, I., Contreras, J. L., & De Vivar, A. R. (2005). Furanoeremophilanes from Roldana ehrenbergiana. Zeitschrift Fur Naturforschung - Section B Journal of Chemical Sciences, 60(10), 1088–1092. https://doi.org/10.1515/znb-2005- 1012

Pérez-Castorena, A. L., Arciniegas, A., Martinez, F., Marquez, C., Villaseñor, J. L., & Romo de Vivar, A. (2001). Chemical constituents of Packera coahuilensis and Packera bellidifolia. Biochemical Systematics and Ecology, 29(2), 203–206. https://doi.org/10.1016/S0305-1978(00)00043-0

Pérez-Castorena, A. L., Arciniegas, A., Villaseñor, J. L., & de Vivar, A. R. (2014). Eremophilanes and pyrrolizidine alkaloids of Senecioneae species. Journal of the Mexican Chemical Society, 58(2), 202–204. https://doi.org/10.29356/jmcs.v58i2.178

Perrucci S, Mancianti F, Cioni P, Flamini G, Morelli I, Macchioni G. (1994). In vitro antifungal activity of essential oils against some isolates of Microsporum canis and Microsporum gypseum. Planta medica, 60(2), 184-187. https://doi.org/ 10.1055/s-2006-959448

Picman, A. K. (1984). Antifungal activity of sesquiterpene lactones. Biochemical Systematics and Ecology, 12(1), 13–18. https://doi.org/10.1016/0305-1978(84)90004-8

36 Pomilio, A. B., & Jares, E. A. (1997). Toxic Furanoeremophilanes from Senecio bonariensis. International Journal of Pharmacognosy, 35(3), 207–211.

Powers, C. N., Osier, J. L., McFeeters, R. L., Brazell, C. B., Olsen, E. L., Moriarity, D. M., … Setzer, W. N. (2018). Antifungal and cytotoxic activities of sixty commercially-available essential oils. Molecules, 23(7), 1–13. https://doi.org/10.3390/molecules23071549

PPDB. Pesticide Properties DataBase [Internet]. 2020 [citado 2020 Ene 10]. Disponible en: https://sitem.herts.ac.uk/aeru/footprint/es/atoz.htm

Prell, H. H., & Day, P. R. (2001). Plant-Fungal Pathogen Interaction. A Classical and Molecular View. Plant Science. New York: Springer. https://doi.org/10.1016/s0168-9452(01)00475-7

Pusztahelyi, T., Holb, I. J., & Pócsi, I. (2015). Secondary metabolites in fungus-plant interactions. Frontiers in Plant Science, 6(573), 1–23. https://doi.org/10.3389/fpls.2015.00573

Radulović, N. S., Blagojevic, P. D., Stojanovic-Radic, Z. Z., & Stojanovic, N. M. (2013). Antimicrobial Plant Metabolites: Structural Diversity and Mechanism of Action. Current Medicinal Chemistry, 20(7), 932–952. https://doi.org/10.2174/0929867311320070008

Radulović, N. S., Mladenovic, M. Z., & Blagojevic, P. D. (2014). (Un)Targeted Metabolomics in Asteraceae: Probing the Applicability of Essential-Oil Profiles of Senecio L. (Senecioneae) Taxa in Chemotaxonomy. Chemistry & Biodiversity, 11, 1330–1353

Ramirez, J.-K., Velasquez-Arevalo, S., & Villarreal-La Torre, V. (2020). Culcitium canescens Humb. & Bonpl. (Asteraceae): una revisión etnobotánica, etnofarmacológica y fitoquímica. Ethnobotany Research & Applications, 19(20), 1–14. https://doi.org/http://dx.doi.org/10.32859/era.19.19.1-14

Rana, A. C., & Gulliya, B. (2019). Chemistry and pharmacology of flavonoids-a review. Indian Journal of Pharmaceutical Education and Research, 53(1), 8–20. https://doi.org/10.5530/ijper.53.1.3

Ribeiro, C. V. C., & Kaplan, M. A. C. (2002). Tendências evolutivas de famílias produtoras de cumarinas em Angiospermae. Quimica Nova, 25(4), 533–538. https://doi.org/10.1590/s0100- 40422002000400004

Rondón, M., Araque, M., Morales, A., Gualtieri, M., Rojas, J., Veres, K., & Máthé, I. (2006). Chemical composition and antibacterial activity of the essential oil of Lasiocephalus longipenicillatus (Senecio longipenicillatus). Natural Product Communications, 1(2), 113–115. https://doi.org/10.1177/1934578x0600100206

Saito, Y., Ichihara, M., Okamoto, Y., Gong, X., Kuroda, C., & Tori, M. (2011). Four eremophil-9-en-8- one derivatives from Cremanthodium stenactinium samples collected in China. Molecules, 16(12), 10645–10652. https://doi.org/10.3390/molecules161210645

Saito, Y., Ichihara, M., Takiguchi, K., Ohsaki, A., Okamoto, Y., Kuroda, C., … Tori, M. (2019). Bisabolane, oplopane, and lignan constituents of Cremanthodium campanulatum collected in China. Natural Product Communications, 14(7). https://doi.org/10.1177/1934578X19863582

37 Sartoratto A., Machado A.L., Delarmelina C., Figueira G., Duarte M., Rehder V. (2004). Composition and antimicrobial activity of essential oils from aromatic plants used in Brazil. Brazilian Journal of Microbiology. 35(4),275–280. http://dx.doi.org/10.1590/S1517-83822004000300001

Seaman, F. C. (1982). Sesquiterpene Lactones as Taxonomic Characters in the Asteraceae. The Botanical Review, 48(2), 121–595.

Seigler, D. S. (1998). Monoterpenes. In Plant Secondary Metabolism (pp. 324–352). New York: Springer Science+Business. https://doi.org/10.1007/978-1-4615-4913-0_19

Sequeda-Castañeda, L. G., Célis, C. A., Uribe-Holguín, C., Ortíz-Ardila, A. E., & Romero-Arias, A. C. (2016). Bioassay-guided study in leaves of Pentacalia nitida (Baskin) and Pentacalia corymbosa (Romerillo). Pharmacology Online, 2, 28–37.

Sharifi-Rad, J., Sureda, A., Tenore, G. C., Daglia, M., Sharifi-Rad, M., Valussi, M., … Iriti, M. (2017). Biological activities of essential oils: From plant chemoecology to traditional healing systems. Molecules (Vol. 22). https://doi.org/10.3390/molecules22010070

Siddiqui, M. W., & Prasad, K. (2017). Plant Secondary Metabolites: Biological and Therapeutic Significance (Vol. 1). Oakville, Waretown: Apple Academic Press.

Silva, R. F., Rezende, C. M., Vieira, R. F., Santana, H. C. D., Santos, M. C. S., & Bizzo, H. R. (2014). Scents from Brazilian Cerrado: Chemical composition of the essential oil from the flowers of Hoehnephytum trixoides (Gardner) Cabrera (Asteraceae). Natural Volatiles & Essential Oils, (Special Issue).

Singh, R., Ahluwalia, V., Singh, P., Kumar, N., Prakash Sati, O., & Sati, N. (2015). Antifungal and phytotoxic activity of essential oil from root of Senecio amplexicaulis Kunth. (Asteraceae) growing wild in high altitude-Himalayan region. Natural Product Research, 30(16), 1875–1879. https://doi.org/10.1080/14786419.2015.1079910

Starmans, D. A. J., & Nijhuis, H. H. (1996). Extraction of Secondary Metabolites from Plant Material: A review. Trends in Food Science and Technology, 7(6), 191–197. https://doi.org/10.1016/0924- 2244(96)10020-0

Struck, C. (2006). Infection strategies of plant parasitic fungi. In The Epidemiology of Plant Diseases (pp. 117–137). Kluwer Academic Publishers. https://doi.org/10.1007/1-4020-4581-6_4

Sülsen, V. P., & Martino, V. S. (2018). Sesquiterpene lactones: Advances in their chemistry and biological aspects. Sesquiterpene Lactones: Advances in their Chemistry and Biological Aspects. https://doi.org/10.1007/978-3-319-78274-4

Swenson, U., Yong, J. Y., & Bohm, B. A. (1999). Flavonoid chemistry of Blennospermatinae, a trans- pacific disjunct subtribe of Senecioneae (Asteraceae). Plant Systematics and Evolution, 216(3–4), 231–241. https://doi.org/10.1007/BF01084400

Tori, M., Saito, Y., Gong, X., & Kuroda, C. (2019). Chemical Studies of Cremanthodium (Asteraceae) Species; Sesquiterpenoids and Related Compounds. Natural Product Communications, 14(9), 1–9. https://doi.org/10.1177/1934578x19878594 38 Torrenegra R.D., Pedrozo J.A., Téllez A.N., Cabeza G., Granados A, Méndez D (2000) Química y actividad antifúngica de Pentacalia corymbosa (Asteraceae-Senecioneae). Revista Latinoamericana de Química. 28, 31-34.

Torres, F., Martínez, J., Stashenko, E., & Leyva, M. (2007). Estudio de las características del aceite esencial de Cabreriella oppositicordia (Asteraceae). Scientia et Technica, 1(33), 185–186. https://doi.org/10.22517/23447214.6043

Torres, P., Grande, C., Anaya, J., & Grande, M. (2000). Secondary metabolites from Senecio minutus and Senecio boissieri: A new jacaranone derivative. Fitoterapia, 71(1), 91–93. https://doi.org/10.1016/S0367-326X(99)00119-7

Toumi, K., Joly, L., Vleminckx, C., & Schiffers, B. (2017). Risk assessment of florists exposed to pesticide residues through handling of flowers and preparing bouquets. International Journal of Environmental Research and Public Health, 14(5), 1–20. https://doi.org/10.3390/ijerph14050526

Valant-Vetschera, K. M., & Wollenweber, E. (2007). Chemodiversity of exudate flavonoids in seven tribes of Cichorioideae and Asteroideae (Asteraceae). Zeitschrift Fur Naturforschung - Section C Journal of Biosciences, 62(3–4), 155–163. https://doi.org/10.1515/znc-2007-3-401

Venugopala, K. N., Rashmi, V., & Odhav, B. (2013). Review on Natural Coumarin Lead Compounds for Their Pharmacological Activity. BioMed Research International, 14. https://doi.org/10.1155/2013/963248

Vivar, A. R. De, Arciniegas, A., & Villaseñor, J. L. (2007). Secondary Metabolites from Mexican Species of the Tribe Senecioneae (Asteraceae). Journal of the Mexican Chemical Society, 51(3), 160–172.

Wang, W. S., Gao, K., & Jia, Z. J. (2004). New sesquiterpenes from Ligulariopsis shichuana. Journal of the Chinese Chemical Society, 51(2), 417–422. https://doi.org/10.1002/jccs.200400064

Wijaya, S., Jin, K. T., Nee, T. K., & Wiart, C. (2012). In vitro 5-LOX inhibitory and antioxidant activities of extracts and compounds from the aerial parts of Lopholaena coriifolia (Sond.) E. Phillips & C.A. Sm. Journal of Complementary & Integrative Medicine, 9(1). https://doi.org/10.1515/1553- 3840.1615

Wink, M. (2008). Plant secondary metabolism: Diversity, function and its evolution. Natural Product Communications. SAGE Publications Sage CA: Los Angeles, CA. https://doi.org/10.1177/1934578x0800300801

Wu, H., Liu, T., Lian, Y., & Wang, W. (2017). Two new eremophilenolides from the roots of Ligulariopsis shichuana and their anti-phytopathogenic fungal and antifeedant activities. Natural Product Research, 33(10), 1442–1448. https://doi.org/10.1080/14786419.2017.1419240

Xu, Y.-J., Nan, Z.-D., Li, W.-H., Huang, H.-L., & Yuan, C.-S. (2009). New Eremophilanolides from Ligularia hodgsonii. Helvetica Chimica Acta, 92, 209–216.

Yang, F., Qiao, L., Huang, D. M., Su, Y. F., & Wu, Z. H. (2016).ht Three new eremophilane glucosides from Syneilesis aconitifolia. Phytochemistry Letters, 15(92), 21–25. https://doi.org/10.1016/j.phytol.2015.11.003 39 Yang, J. L., Wang, R., & Shi, Y. P. (2011). Phytochemicals and biological activities of Ligularia species. Natural Products and Bioprospecting, 1(1), 1–24. https://doi.org/10.1007/s13659-011-0003-y

Yang, Y., Zhao, L., Wang, Y.-F., Chang, M.-L., Huo, C.-H., Gu, Y.-C., … Kiyota, H. (2011). Chemical and pharmacological research on the plants from genus Senecio. Chemistry & Biodiversity, 8(1), 13–72. https://doi.org/10.1515/hc-2017-0064

Yang, Y., Zhu, S., Cai, X., Tang, L., Liu, D., Huang, J., & Zou, G. (2008). Chemical composition and antimicrobial activity of the essential oil of Cacalia tangutica (Maxim.) Hand.-Mazz. Frontiers of Biology in China, 3(4), 402–407. https://doi.org/10.1007/s11515-008-0073-3

Yayli, N., Fandakli, S., Korkmaz, B., Barut, B., Renda, G., & Erik, I. (2018). Biological Evaluation (Antimicrobial, Antioxidant, and Enzyme Inhibitions), Total Phenolic Content and Volatile Chemical Compositions of Caucasalia macrophylla (M. Bieb.) B. 2Nord. (Asteraceae). Journal of Essential Oil-Bearing Plants, 21(5), 1359–1373. https://doi.org/10.1080/0972060X.2018.1551155

Yue, M. E., Jiang, T. F., Liu, X., & Shi, Y. P. (2005). Separation and determination of coumarins from Cacalia tangutica by capillary zone electrophoresis. Biomedical Chromatography, 19(3), 250–254. https://doi.org/10.1002/bmc.451

Zaynab, M., Fatima, M., Abbas, S., Sharif, Y., Umair, M., Zafar, M. H., & Bahadar, K. (2018). Role of secondary metabolites in plant defense against pathogens. Microbial Pathogenesis, 124, 198–202. https://doi.org/10.1016/j.micpath.2018.08.034

Zhang, J. hong, Sun, H. long, Chen, S. yang, Zeng, L. I., & Wang, T. tao. (2017). Anti-fungal activity, mechanism studies on α-Phellandrene and Nonanal against Penicillium cyclopium. Botanical Studies, 58(1), 1–9. https://doi.org/10.1186/s40529-017-0168-8

Zhao, G., Cao, Z., Zhang, W., & Zhao, H. (2015). The sesquiterpenoids and their chemotaxonomic implications in Senecio L. (Asteraceae). Biochemical Systematics and Ecology, 59, 340–347. https://doi.org/10.1016/j.bse.2015.02.001

Zdero, C., Bohlmann, F., King, R. M., & Robinson, H. (1987). Sesquiterpene lactones from Bedfordia arborescens. Phytochemistry, 26(4), 1207–1209.

Zdero, C., & Bohlmann, F. (1990). Systematics and evolution within the Compositae, seen with the eyes of a chemist. Plant Systematics and Evolution, 171(1–4), 1–14. https://doi.org/10.1007/BF00940593

Zhu, Y., Zhao, Y., Meng, X. H., & Wu, W. S. (2009). Chemical constituents from Sinacalia tangutica. Biochemical Systematics and Ecology, 37(1), 59–62. https://doi.org/10.1016/j.bse.2009.01.004

Zollo, P. H. A., Kuiate, J. R., Menut, C., & Bessiere, J. M. (2000). Aromatic plants of tropical central africa. XXXVI. Chemical composition of essential oils from seven cameroonian Crassocephalum species. Journal of Essential Oil Research, 12(5), 533–536. https://doi.org/10.1080/10412905.2000.9712152

40 ANEXOS Tabla 1. Tribus de la familia Asteraceae reportadas por Kubitzki, 2007

Tribus de la familia Asteraceae

Anthemideae Cynereae Madieae Artotideae Dicomeae Millerieae Astereae Eupatorieae Moquinieae Athroismeae Gnaphialieae Neurolaeneae Bahieae Gochnatieae Perityleae Barnadesidae Gundelieae Pertyeae Calenduleae Gymnarrheneae Polymnieae Cardueae Hecastocleideae Senecioneae Chaenactideae Heliantheae Stifftieae Cichorieae Helenieae Tageteae Coreopsideae Inuleae Tarchonantheae

Corymbieae Liabeae Vernonieae

Tabla 2. Géneros aceptados de la tribu Senecioneae reportados por por Kubitzki, 2007

Géneros de la tribu Senecioneae

Abrotanella Cremanthodium Gynoxys Lundinia Psednotrichia Acrisione Crocidium Gynura Mattfeldia Pseudogynoxys Adenostyles Culcitum Haastia Mesogramma Rainiera Aetheolaena Curio Hasteola Mikaniopsis Robinsenecio Aequatorium Dauresia Hertia Misbrookea Robinsonia Arbelaezaster Delairea Herodotia Miracacalia Rugelia Antillanthus Dendrocacalia Herreranthus Monticalia Scrobicaria Arnoglossum Dendrosenecio Hoehnephytum Nemosenecio Senecio Arrhenechtites Dendrophorbium Homogyne Nesampelos Shafera Austrosynotis Dicercoclados Hubertia Nordenstamia Sinacalia Bafutia Digitacalia Humbertacalia Odontocline Sinosenecio Barkleyanthus Dolichoglottis Ignurbia Oldfeltia Solanecio Bedfordia Dolichorrhiza Io Oligothrix Steirodiscus Bethencourtia Dorobaea Iocenes Oresbia Stenops Blennosperma Doronicum Iranecio Othonna Stilpnogyne Bolandia Dresselerothamus Ischnea Packera Syneilesis

41 Géneros de la tribu Senecioneae

Brachionostylum Ekmaniopappus Jacmaia Papuacalia Synotis Brachyglottis Elekmania Jacobaea Paracalia Talamancalia Cabreriella Emilieriella Jessea Parafaujasia Telanthophora Cacalia Emilia Kleinia Paragynoxys Tephroseris Cacaliopsis Endocellion Koyamacalia Parasenecio Tetradymia Cadiscus Erechtites Lamprocephalus Pentacalia Traversia Capelio Eriothrix Lasiocephalus Pericallis Tussilago Caucasalia Euryops Leonis Petasites Urostemon Caxamarca Farfugium Lepidospartum Phaneroglossa Villasenoria Cineraria Faujasia Ligularia Pippenalia Werneria Cissampelopsis Faujasiopsis Ligulariopsis Pittocaulon Xenophyllum Charadranaetes Garcibarrigoa Lopholaena Pojarkovia Yermo Chersodoma Graphistylis Lordhowea Psacaliopsis Zemisia Crassocephalum Gymnodiscus Luina Psacalium

Tabla 3. Ecuaciones de búsqueda empleadas para la revisión en bases de datos

Fuente de información Consulta de búsqueda

TITLE-ABS-KEY ( plant* OR asteraceae OR senecioneae) AND TITLE-ABS-KEY ( phytochem* OR "chemical propert*" ) AND TITLE-ABS-KEY ( *pathogen* OR "plant* pathogen*" ) AND TITLE- ABS-KEY ( "secondary metabo*" ) AND TITLE-ABS-KEY ( fung* ) ) Scopus TITLE-ABS-KEY ( ( plant* OR asteraceae OR senecioneae) AND ( phytochem* OR "chemical propert*" ) AND ( "secondary metabo*" OR terpene* OR monoterpene* OR sesquiterp* OR “pyrrolizidine alkaloid*” OR flavonoids* OR coumarins)) TITLE-ABS-KEY ( ( plant* OR asteraceae OR senecioneae) AND ( ScienceDirect phytochem* OR "chemical propert*" ) AND ( "secondary metabo*" OR terpene* OR monoterpene* OR sesquiterp* OR “pyrrolizidine alkaloid*” OR flavonoids* OR coumarins)) Género AND chemical composition Google Scholar Género AND essential oils Senecioneae, secondary metabolites, pyrrolizidine alkaloids Senecioneae, secondary metabolites, monoterpenes Senecioneae, secondary metabolites, sesquiterpenes SciFinder Senecioneae, secondary metabolites, sesquiterpene lactones Senecioneae, secondary metabolites, flavonoids Senecioneae, secondary metabolites, coumarins

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