FACULTE DES SCIENCES DE LA NATURE ET DE LA VIE DEPARTEMENT DE BIOLOGIE

THÈSE Présentée par Mme DAHANE Née ROUISSAT Lineda

En vue de l’obtention du DOCTORAT EN SCIENCES BIOLOGIQUES

Spécialité : Biochimie végétale appliquée.

Thème : Etude des effets nématicides et molluscicides des extraits de quelques

plantes sahariennes. Soutenue le : 21 Décembre 2017

Devant le jury composé de :

Mr HADJADJ- AOUL Seghir, Prof. Université Oran1 ABB Président Mr BELKHODJA Moulay, Prof. UniversitéOran1, ABB Examinateur Mme BENNACEUR Malika, Prof. Université Oran1, ABB Examinatrice Mr MEKHALDI Abdelkader Prof. Université de Mostaganem, Examinateur Mr. Marouf Abderrazak. Prof. Centre. Univ. Naama Directeur de thèse Mr. Cheriti Abdelkrim Prof. Université de Béchar. Co-directeur de thèse 2016-2017 RESUME

Dans le présent travail, les parties aériennes de vingt et une plantes sahariennes (21) des différentes familles botaniques (Asteraceae ; Amaranthaceae ; Rhamnaceae ; Brassicaceae ; Plumbaginaceae ; Capparidaceae ; Caryophyllaceae ; Fabaceae ; Apocynaceae ; Solanaceae ; Verbenaceae et Euphorbiacaeae) ont été utilisées pour évaluer leurs extraits aqueux (par macération ou à reflux) et les extraits organiques (acétoniques et méthanoliques avec ces fractions : hexanique, éthérique, dichlorométanolique, chloroformique, butanoliques…) pour l’activité nématicide (vis-à-vis nématodes phytoparasites à kyste : Globodera sp. et Heterodera sp. et molluscicide (vis-à-vis aux mollusques d’eau douce transporteurs des parasites : Lymnaea acumunata et Bulinus truncatus ). Les résultats sont exprimées en LC50 (taux de mortalité est égale à 50% de la population testée) par l’analyse des probits. Après l’extraction et le criblage phytochimique des extraits, l’évaluation a été réalisée sous des conditions expérimentales convenables aux cycles de vie de chaque spécimen zoologique (Température 24°C avec l’humidité et l’aération). Nos résultats ont montré des valeurs en LC50 intéressantes au regard des durées d’exposition (de 24 h à 96 h) au dessous des valeurs en LC50 des témoins positifs (produits nématicide et molluscicide commercialisés). Les taux des rendements les plus importants sont aperçus aux macérats de Warionea saharae (40.61 %) et Moricandia arvensis (L.)DC. (34.49 %), tandis que pour les fractions organiques, la valeur maximale en taux de rendement est de 4%, a été enregistrée pour la fraction dichlorométhanique d’Asteriscus graveolens (Forsk.)Less subsp. graveolens. Le criblage phytochimique a mis en évidence la présence de saponosides, flavonides et tannins, chez toutes les plantes étudiées. Les résultats de l’activité nématicide des extraits aqueux des plantes d’étude ont montrés une très forte activité vis-à-vis Globodera sp. avec les décoctés des plantes : Haloxylon articulatum après 72h , LC50 = 16,354 mg/ml et le macérat de la même plante a divulgué une activité importante avec LC50 : 10,379 µg/ml mais après 96h d’exposition des kystes. En revanche pour les extraits organiques, les valeurs sont très inférieurs au témoin positif, autant que la fraction dichlorométhane de Lantana camara (LC50 :0,098 μg/mL) présente la valeur minimale après 96h d’exposition. Autrement, après 24h d’exposition aux fractions, la valeur minimale en LC50 : 0,166 μg/mL a été signalée pour la fraction d’acétate d’éthyle d’Euphorbia retusa. Tandis que pour Heterodera sp. , les fractions organiques les plus actives sont acétate d’éthyle d’ Anvillea garcini subsp. radiata (Coss. & Dur.) LC50=0.96 µg/ml après 48 heures. Les résultats obtenus de l’activité molluscicide montrent la richesse des extraits en métabolites responsables de la mortalité des mollusques d’eau douce (Bulinus et Lymnaea), le contrôle positif (LIMACIDE PRO) a révélé une valeur en LC50=36,148 mg/ml, alors qu’il existe des valeurs en LC50 très inférieurs pour le macérat de Launaea nudicaulis (L) Hook f. après seulement 24 heures d’exposition (LC50=8,178 mg/ml), ce qui signifie une très bonne activité molluscicide de cet extrait. L’activité nématicide des extraits aqueux a révélé un fort effet ovicide et larvicide de quelques plantes testés durant une période d’exposition (de 24h à 96 heures) in vitro, ces dernières ont été confirmées In vivo, avec quelques extraits aqueux les plus active vis-à-vis aux kystes d’Heterodera pour les cultures de blé.

Mots clés : Plantes sahariennes, Macération, Reflux, Phytochimie, Nématicide, Molluscicide, Bulinus , Lymnaea, Globodera , Heterodera. المــــلــــــخــــص

من خالل هذا العمل، قمنا باستخدام األجزاء الهوائية لواحد و عشرين نبتة صحراوية )21(، من عائالت نباتية مختلفة )استراسيا، سرمقية، بذنجانية، لويزية، كباريدية، بالمباجينية، قرنفلية، بقولية، أسكلوبياداسية ( و ذلك من أجل تـــقــييــم المستخلصات المائية )عن طريق النقع أو الجزر( باإلضافة إلى استعمال المستخلصات العضوية )األستون، الميثانول، و أجزاؤها: الهكسان، األثيري، ثنائي كلورو ميثان، الكلوروفورم، البيتانول( لنشاط مضاد الديدان الطفيلية الكيسية )النيماتسيد( Globoderaو Heterodera و مضاد للرخويات )ناقالت الطفيليات الموجودة في المياه العذبة: Lymnaea acuminataو Bulinus truncatus(. و قد تم التعبير عن النتائج LC50 )معدل وفيات 50% من العينات المختبرة(، من خالل تحليل االحتمالية. بعد االستخالص و الفحص الكيميائي للمستخلصات النباتية، أجرينا تقييما لنشاطها في ظل الظروف التجريبية المالئمة لدورة حياة كل عينة من الحيوانات المدروسة )درجة الحرارة المالئمة 24 °م و الرطوبة و التهوية(. و قد أظهرت النتائج قــيــما LC50 مهمة بعد استعمال المستخلصات لمدة 24 ساعة إلى 96 ساعة ، حيث أن هذه القيم أقل من قيمة LC50 للشواهد االيجابية )المنتجات المسوقة موليسيسيدات و النيماتيسيدات(. سجل أعلى معدل للعوائد لمنقوع Warionea saharea)40.61%( و (Moricandia arvensis (34.49% ، بينما سجل أعلى معدل لعوائد المستخلصات العضوية لجزء ثـــنائي كلـــوروميثان لنبتــة Bubonium graveolens بقيمة 4% ، كما أظهر الفحص الكيميائي الـــــــنباتي وجـــــود الصابونين، الفالفونويدات و العفص عند أغلبية النباتات المدروسة. كما أظهرت نتائج جيدة للـــنشـــاط المضاد للديدان لمستخلصات المائية للنباتات المدروسة )بنسب كبيرة جدا ( ضــــــد Globoderaباستعمال منقوع النبتة Haloxylon articulatum بعد 72 ساعة كـــــانـــت قــــيمـــــتها LC50 =16.354mg/ml باإلضافة إلى أصغر قيمة سجلت لنفس النبتة ولكن بــطريقـة الجزر ، سجلت LC50=10.379 mg/ml بعد 96 ساعة من التعرض للمستخلص ، خالفا لذلك سجلت أدنى قيمة LC50=0.098mg/ml و هو الحد األدنى األقل لنبتة Lantana camaraمن خالل مستخلص عضوي ثنائي الكلوروميثان . من ناحية أخرى، و بعد 24 ساعة من التـــــعـرض للمستخلصات العضوية، سجلت قيمة LC50=0.0166µg/ml لجزء األسيتات االثيل لـــنـــبتــة Euphorbia retusa المضاد ل Globodera. بينما ل Heterodera، فان جزء األسيتات االثيل المؤثر لنبتة LC50=0.96µg/ml ( Anvillea radiata( قــــضـى عليها بعد 48 ساعة . أظهرت النتائج المتحصل عليها لنشاط المضاد للرخويات )Molluscicide( ثرائـــه بالمستخلصات األيضية المسؤولة عن وفيات رخويات المياه العذبة ) Bulinusو Lymnaea( حيث كشفت العينة االيجابية )LIMACIDE PRO( المسؤولة عن وفيات قواقع المياه العذبة ) Bulinusو Lymnaea( على قيمة LC50=36.148mg/ml ، بينما توجد قيمة أقل منها بكثير لمنقوع نبتة LC50=8.178 mg/ml( Launaea nudicaulis(، و هذا يدل على النشاط الجيد لهذا المستخلص . أظهر النشاط المضاد للديدان الطفيلية الكيسية )nématicide( للمستخلصات المائية نشاطا مثبطا للبيوض و اليرقات، اختبرناها خالل فترة التعرض 24 ساعة إلى 96 ساعة في المختبر . و تأكدت هذه النتائـــج بمكان نـــموها الطبيعي بإضافة بعض المستخلصات المائية األكثر نشاطا بالنسبة ل Heterodera في مزارع تجريبىة للقمح.

الكلمات المفتاحية : النباتات الصحراوية، النقاعة، الجزر، النشاط المضاد للديدان الطفيلية الكــــيسية ،Bulinus ، Lymnaea، Globodera )النـــــيماتيسيد(، مضاد للرخويات )الموليسيسيد(، Heterodera Abstract

In this work, We yoused aerial parts of twenty-one Saharan plants (21) from the different botanical families (Asteraceae, Amaranthaceae , Rhamnaceae, Brassicaceae, Plumbaginaceae, Capparidaceae, Caryophyllaceae, Fabaceae, Apocynaceae, Solanaceae, Verbenaceae and Euphorbiacaeae) To evaluate their aqueous extracts (by maceration or at reflux) and the organic extracts (acetonic and methanolic with these fractions: hexanic, etheric, dichlorometanolic, chloroformic, butanolic, etc.) for nematicidal activity (against nematodes phytoparasites with cyst: Globodera sp., and Heterodera spp.), and molluscicidal activity (opposite to freshwater molluscs carrying parasites: Lymnaea acumunata and Bulinus truncatus) The results are expressed in LC50 (mortality rate is equal to 50% of the population Tested) by probit analysis. After extracting and phytochemical screening of extracts, Evaluation was carried out under experimental conditions suitable for the life cycles of each zoological specimen (temperature 24 °C with humidity and aeration). Our results showed interesting LC50 values with respect to exposure times (24 h to 96 h) below the LC50 values of the positive controls (nematicide and molluscicide products marketed). The highest rates of yield are seen in the macerates of Warionea saharae (40.61%) and Moricandia arvensis (L.)DC. (34.49%), while for organic fractions, the maximum value in terms of yield is 4%, was recorded for fraction Dichloromethane of Asteriscus graveolens (Forsk.) Less subsp. graveolens. The phytochemical screening revealed the presence of saponosides, flavonides and tannins in all the plants studied. The results of the nematicidal activity of the aqueous extracts of the study plants showed a very high activity against Globodera sp. With the plant decocts: Haloxylon articulatum after 72h, LC50 = 16,354 μg / ml and the macerate of the same plant disclosed a significant activity with LC50: 10,379 μg / ml but after 96h of exposure of the cysts. For organic extracts, the values are much lower than the positive control, as much as Lantana camara dichloromethane fraction (LC50: 0.098 μg / mL) shows the minimum value after 96 h of exposure. After 24 hours, fractions, LC50 minimal value: 0.166 μg / mL was reported for the ethyl acetate fraction of Euphorbia retusa. Whereas for Heterodera sp. , The most active organic fractions are ethyl acetate of Anvillea garcini subsp. radiata (Coss. & Dur.) LC50 = 0.96 μg / ml after 48 hours. The results obtained from the molluscicidal activity show the richness of the metabolite extracts responsible for the mortality of freshwater molluscs (Bulinus and Lymnaea), the positive control (LIMACIDE PRO) revealed an LC50 value of 36,148 μg / ml, Whereas LC50 values are much lower for Launaea nudicaulis macerate after only 24 hours of exposure (LC50 = 8.178 μg / ml), which means a very good molluscicidal activity of this extract. The nematicidal activity of the aqueous extracts revealed a strong ovicidal and larvicidal effect of some plants tested during an exposure period (24 to 96 hours) in vitro, the latter having been confirmed in vivo with some of the most active aqueous extracts opposite to cysts of Heterodera for the crops of wheat.

Key words: Saharan plants, Maceration, Reflux, Phytochemestry, Nematicidal, Molluscicidal, Bulinus, Lymnaea, Globodera, Heterodera.

Remerciements

Les travaux présentés dans cette thèse ont été effectués au Laboratoire de Phytochimie et de Synthèse Organique (LPSO-BECHAR). Sous la direction du Professeur MAROUF Abderrazak (Directeur du Centre Universitaire de Naama), à qui j’exprime mes sincères remerciements pour ses connaissances, sa compétence, sa rigueur scientifique, ses conseils avisés et pour m’avoir initié dans l’immense champ des Substances Naturelles Bioactives et Mr. CHERITI Abdelkrim, Professeur et chef du laboratoire LPSO à l’Université de Béchar. Je tiens vivement à leur exprimer ma profonde reconnaissance et gratitude pour leur disponibilité, leur patience, leur compréhension et leurs intérêts portés pour notre sujet de recherche particulièrement en phytochimie. J’exprime ma profonde gratitude et mes sincères remerciements à Madame BENNACEUR Malika, Professeur à l’Université Oran 1, de m’avoir fait l’honneur d’être examinatrice et de participer au jury de ce travail. Mes remerciements vont aussi à Monsieur le professeur BELKHODJA Moulay d’avoir ménagé son temps pour juger et critiquer ce travail. Je suis particulièrement reconnaissante et honorée par sa participation au jury de cette thèse. Je tiens à remercie Monsieur le Professeur HADJADJ- AOUL Seghir pour m’avoir fait l’honneur d’accepter la présidence du jury. Qu’il trouve ici mes sincères impressions de gratitude et de respect. Je tiens à exprimer ma profonde reconnaissance à Monsieur MEKHALDI Abdelkader. Professeur à l’université de Mostaganem pour l’attention qu’il a bien voulu porter à ce travail, en acceptant de le juger en qualité de membre de jury. Je tiens à témoigner toute ma reconnaissance et ma sympathie à Dr Zermane Nadjia , Maitre de conférence à l’Institue National d’Agronomie à Alger de son aide énorme, sa générosité, son accueil et de ses qualités humaines. J’adresse mes vifs remerciements à Monsieur HAMMACHE Professeur à l’INA pour tout son savoir mis à notre service, son accueil, ses qualités humaines et tous ces conseils très objectifs en nématologie, ainsi que son équipe : Melle SMAHI et Mr BABA ALI . Sans oublier Pr. BENZARA de l’INA pour son aide en malacologie. Mes remerciements vont aussi à l’égard de Monsieur SMAHA Djamel., responsable du laboratoire de nématologie à INPV El Harrach-Alger, pour m’avoir accueillir et aider profondément en nématologie, mes vives remerciements sont aussi adressées à Mme Kheddam Nadia (ingénieur au laboratoire de nématologie) et Mr Kheddam (Directeur de CNCC-ElHarrach-Alger). Dédicaces

Je dédie ce manuscrit à la mémoire de ma mère (Djebbar Sassia) et mon père

(Rouissat Mohammed) et ma famille, tout particulièrement mes parents (ROUISSAT

Ahmed et Aicha) pour leurs soutiens, leurs amour et leurs sagesse qui m’ont permis d’aboutir au grade de Docteur en biologie et de devenir la personne que je suis. Mes pensées vont à mes frères (Abdelhadi, Mustapha abbi, Foued et AbdelKrim, mes sœurs

(mama Zohra, Karima, Fatiha et Rorati Charazed et Mes beaux parents (Dahane

Mohammed et Fatiha), beaux frères (Mustapha, abdelkader et Nadir) et ma belle sœur

(Sara) pour leur présence de tous les instants, leurs sympathies et leurs encouragements qu’ils m’ont apporté. J’adresse un clin d’oeil à mes neveux et mes nièces pour tous les moments de joie et de rigolade.

Un grand merci à mon mari Dahane Mohammed El amine pour sa sympathie chaleureuse, son appui inestimable et le sourire dans les moments difficiles et à mes fils

IBRAHIM, AHMED BOUDKHIL ET SEIF EDDINE pour la joie qu’ils nous procurent.

Ce travail n’aurait pu se faire sans le soutien de mon époux (DAHANE

Mohammed El Amine) qui m’a accompagné durant mon travail pas à pas ainsi que son soutient moral. Je le remercie vivement pour son aide appréciable.

Je remercie infiniment ma sœur et amie CHAFI KHADIDJA pour son aide et soutien ainsi que les ingénieurs des laboratoires pédagogiques de biologie LPB et de chimie LPC de l’université de Béchar pour leur soutien et plus précisément SMAHI

KHEIRA, FEKHAR NASSIMA et LANSARI CHAHIRA pour leur aide et leurs amitiés.

Je n’oublie pas les étudiantes de Magister en phytochimie (LPSO), J’adresse encore mes remerciements à tous les doctorants. Liste des abréviations

ANN : Agence Nationale de la Conservation de la Nature (Béchar et Tindouf).

A. radiata : Anvillea Radiata

AET : Acétate d’éthyle.

ANCN : Agence Nationale de la Conservation de la Nature

CCM : Chromatographie sur couche mince.

CHL : Chloroforme

CNCC : Centre National de Certification et Contrôle des semences.

D. stramonium : Datura stramonium

DCM : Dichlorométhane.

ED : Ether diéthylique.

EP : Ether de pétrol.

GLB : Globodera.

HET : Heterodera.

INPV : Institut Nationale de Protection des Végétaux.

LPSO : Laboratoire de Phytochimie et de Synthèse Organique (Université de Béchar) ml : millilitre.

Rf : rapport frontal

UV : Ultra-Violet

µg : microgramme.

Mac : Macération.

Ref : Reflux. Liste des figures Figure 1 : Morphologie de nématode phytoparasite à kyste………………………………… 55 Figure 2: Anatomie d’un nématode phytoparasite en stade larvaire……………………… 56 Figure 3 : Représentation schématique des œufs et larves des nématodes à kyste………….. 58 Figure 4 : Représentation schématique de l'évolution du phylum Nematoda………………. 61 Figure 5 : Racines en coupe transversale montrant les diverses modes de nématodes parasites des plantes………………………………………………………………………….. 62 Figure 6 : Photographies des principaux stades et sexes de nématodes à kyste…………….. 63 Figure 7 : Cycle de vie des nématodes à kyste en stades larvaires (juvéniles et mues)…... 66 Figure 8 : Représentation schématique du cycle de développement d’Heterodera………. 66 Figure 9: Diagramme de cycle de vie des nématodes dorés Globodera rostochiensis………. 68 Figure 10 : Schéma général d’un nématode phytoparasite………………………………….. 70 Figure 11 : Forme des kystes……………………………………………………………… 71 Figure 12 : Structure du cône vulvaire d’un Heterodera………………………………………… 73 Figure 13 : Zones périnéales de kystes……………………………………………………… 73 Figure 14 : Représentation schématique d’un mollusque d’eau douce ………………….. 75 Figure 15 : Anatomie d’un gastéropode…………………………………………………….. 77 Figure 16 : Evolution des schistosomes chez le mollusque…………………………………. 79 Figure 17-1 : Morphologie et anatomie de B. truncatus…………………………………………. 81 Figure 17-2:Anatomie de la limnée tronquée………………………………………………. 81 Figure 18 : Cycle de développement des schistosomes…………………………………….. 83 Figure 19 : Cycle biologique de Schistosoma haematobium………………………………….. 85 Figure 20 : Évolution des Schistosomes chez l’hôte intermédiaire…………………………. 85 Figure 21 : Structure de quelques alcaloïdes……………………………………………… 90 Figure 22 : Structures chimiques de principaux polyphénols……………………………….. 92 Figure 23 : Classification des composés phénoliques………………………………………. 93 Figure 24 : Structures des squelettes de base des flavonoïdes………………………………. 95 Figure 25 : apigénine 7-glucoside…………………………………………………………… 97 Figure 26 : lutéoline 7-glucoside……………………………………………………………. 97 Figure 27 : Structure de base des coumarines ……………………………………………… 98 Figure 28 : Structure chimique des tanins hydrolysables et les acides associés…………….. 100 Figure 29 : Structure chimique des tanins condensés……………………………………….. 101 Figure 30 : Structure de base de l’isoprène………………………………………………….. 102 Figure 31 : Structure chimiques de génine stéroidique……………………………………… 104 Figure 32: Structure de Niclosamide……………………………………………………….. 109 Liste des figures

Figure 33 : Quelques exemples des substances chimiques molluscicides………………….. 110 Figure 34 : Localisation et limites géographiques de la zone d’étude ……………………... 117 Figure 35 : Situation géographique de la zone d’étude…………………………………… 117 Figure 36 : Protocole d’extraction sélective selon la polarité des solvants…………………. 122 Figure 37 : Protocole de fractionnement par partage selon de degré de polarité des solvants organiques…………………………………………….……………………………………. 129 Figure 38A : Protocole du criblage phytochimique (Alcaloïdes, Saponosides et Tanin)…... 132 Figure 38B : Protocole du criblage phytochimique (Terpénoides et flavonoides)…………. 133 Figure 39 : Eléments d’une séparation chromatographique sur couche mince…………… 138 Figure 40 : Appareil de Fenwick………………………………………………………….. 142 Figure 41 : Schéma de récupération et séchage des extraits des sols (refux)……………... 143 Figure 42 : Formes de kystes de nématodes phytoparasites………………………………. 145 Figure 43 : Zones périnéales des kystes……………………………………………………... 147 Figure 44 : Résultats de calcul des rendements des extraits aqueux (macération et à reflu…………………………………..………………………………………………………. 158

Figure 45 : Résultats de calcul des rendements des fractions organiques des différentes 160 plantes étudiées……………………………………………………………………………… Figure 46 : Aspect morphologique général observé à l’œil nue de différentes espèces des 178 mollusques d’eau douce de la région Sud Ouest Algérienne (Lymnaea acumunata)………... Figure 47: Résultats de traitement des plantes infectées (orge « Barberousse ») par des nématodes à kyste (Heterodera) avec des extraits aqueux de quelques plantes 195 sahariennes…

Liste des photos Photo 1 : Plante Anvillea garcini subsp. radiata (Coss. & Dur.) dans son biotope ……………..… 12 Photo 2 : Plante Asteriscus graveolens (Forsk.)Less subsp. graveolens dans son biotope …….… 13 Photo 3 : Plante Brocchia cinerea (Delile) Vis. dans son biotope …………………….…………… 15 Photo 4 : Plante Launaea arborescens (Batt.) Murb dans son biotope …………………………… 16 Photo 5 : Plante Launaea nudicaulis (L) Hook F. dans son biotope ………………………….….. 18 Photo 6 : Plante Warionia saharae dans son biotope…………………………...... 19 Photo 7 : Aspect général d’Acacia tortilis subsp. raddiana (Savi) Brenan dans la région de Béchar…………………………………………………………………………………………………. 22 Photo 8 : Plante Moricandia arvensis (L.)DC dans son biotope ..………………………………….. 24 Photo 9 : Plante Zilla spinosa subsp. macroptera (Coss.) Maire dans son biotope …………….…... 26 Photo 10 : Plante Haloxylon articulata (Moq.)Bolos & Vigo dans son biotope ……………….…... 28 Photo 11 : Plante Euphorbia guyoniana dans son biotope……………………...... 31 Photo 12 : Plante Euphorbia retusa dans son biotope……………………………………………..... 33 Photo 13 : Parties aériennes de la plante Ceratolimon feei (Girard) Crespo & Ledo ……………… 35 Photo 14 : Parties aériennes de la plante Datura stramonium…………………………………..….. 37 Photo 15 : Plante Hyoscyamus muticus subsp. Falezlez (Coss.) Maire dans son biotope …….…… 39 Photo 16 : Partie aérienne de la plante Calotropis procera Ait…………………………………….. 41 Photo 17 : Partie aérienne de la plante Pergularia tomentosa L ………………………………….. 42 Photo 18 : Partie aérienne de la plante Capparis spinosa L………………………………………… 45 Photo 19 : Arbre de Zizyphus lotus (L.) Desf de la région de Ain Sefra…………………………. 47 Photo 20 : Partie aérienne de la plante Gymnocarpos decandrus…………………………………. 49 Photo 21 : Partie aérienne de la plante Lantana camara…………………………………………... 51 Photo 22 : Représentation des nématodes à kyste sur des racines…………………………………... 72 Photo 23A : Extraction par macération……………………………………………………………... 121 Photo 23B : Filtration des extraits ………………………………………………………………….. 121 Photo23C : Evaporation au rotavapor………………………………………………………………. 121 Photo 23D : Montage à reflux………………………………………………………………………. 121 Photo 24 : Montage à soxhlet pour dégraissage de la matière végétale au laboratoire……………. 123 Photo 25 : Extraction par partage liquide –liquide en ampoule à décompter de quelques extraits végétaux…………………………………………………………………………………………….. 127 Photo 26 : Différents aspects des kystes observés sous le microscope stéréoscopique état normale, après éclosion et une coupe transversale des kystes de nématode phytoparasite……………………. 143 Photo 27 : Les étapes de séparation et isolement des kystes de nématode à partir d’un reflux des sols infectés………………………………………………………………………………………….. 144 Photo 28 : Zone d’échantillonnage sur un plan transversal dans la région de Beni Abbes-Béchar… 150 Photo 29: Lymnaea sp. (Galba)……………………………………………………………………... 151 Photo 30 : Lymnaea stagnalis………………………………………………………………………………… 151 Photo 31 : Lymnaea (Radix)………………………………………………………………………………….. 151 Photo 32 : Un échantillon des lymnés prélevés de la région de Kenadsa-Béchar et identifiés…….. 151 Photo 33 : Sachet du produit nématicide systémique VETACUR à 10% utilisé en agriculture……. 152 Photo 34 : Etiquetage d’un produit molluscicide « limacide Pro » contre les limaces et escargot appliquée en champs de culture……………………………………………………………………… 156 Liste des tableaux Tableau 1 : Distribution des différentes familles de la flore de l’Algérie en fonction du nombre d’espèces………………………………………………………………………………………………. 7 Tableau 2 : Inventaire, catégorie, symptômes traités et parties utilisées des espèces spontanées médicinales inventoriées au Sahara septentrional algérien……………………...... 9 Tableau 3 : Place des nématodes phytoparasites dans le règne animal……………………………. 59 Tableau 4 : Approche de l'effet nématicide ………………………………………………………...... 107 Tableau 5 : Présentation de quelques plantes sahariennes étudiées et inventoriées selon l’herbier disponible au laboratoire de phytochimie et de synthèse organique………………………………… 119 Tableau 6 : Les protocoles expérimentaux et les conditions d’extraction végétale………………….. 124 Tableau 7 : Présentation de zones d’échantillonnage des sols infestés par les nématodes à kyste……………………………………………………………………………………………………. 140 Tableau 8 : Présentation des zones d’échantillonnage des mollusques d’eau douce…………...... 149 Tableau 9 : Calendrier technique des essais in vivo de l’activité nématicide de quelques extraits aqueux des plantes sahariennes étudiées…………………………………………………………….. 153 Tableau 10 : Résultats du criblage phytochimique de quelques espèces de la famille des Astéracées étudiées …………………………………………………………………………………………...... 161 Tableau 11 : Résultats du criblage phytochimique de quelques espèces des familles : Asclepiadaceae, Brassicaceae, Capparidaceae, étudiées …………………………………………….. 161 Tableau 12 : Résultats du criblage phytochimique de quelques espèces des familles : Caryophyllaceae, Chenopodiaceae, Euphorbiaceae et Verbenaceae étudiées ……………………... 162 Tableau 13 : Résultats de criblage phytochimique de quelques espèces des familles : Fabaceae, Plumbaginaceae (F : feuilles, T : tige, R : rameaux), Rhamnaceae et Solanaceae étudiées ………. 163 Tableau 14 : Résultats du criblage phytochimique des extraits organiques de quelques espèces des plantes étudiées ……………………………………………………………………………………….. 163 Tableau 15 : Composés identifiés dans l’extrait organique de quelques Asteraceae par CCM/

Développant (éluant) : (C3H6O : C7H8 : CH2O2) (6 :8 :1)……………………………………………. 168 Tableau 16: Composés identifiés dans l’extrait organique des Asteraceae par CCM/ Développant :

(CHCl3 : C4H10O) (7 :3) ………………………………………………………………………………. 169 Tableau 17 : Composés identifiés dans l’extrait organique de quelques Asteraceae par CCM/

Développant (éluant) : (C3H6O : C7H8 : CH2O2) (10 :8 :3).………………………………………… 170

Tableau 18 : Composés identifiés dans les fractions organique de quelques Asteraceae par CCM/

Développant: (C6H14 : C4H8O2: C3H6O) (5 :3 :2)……………………………………………………. 171 Liste des tableaux

Tableau 19 : Composés identifiés dans les fractions organique de quelques Asteraceae par CCM/

Développant: (C6H14 : CHCl3 : C4H8O2) (10 :10 :5)…………………………………………………. 172 Tableau 20: Composés identifiés dans l’extrait organique des Asteraceae par CCM/ Développant

(éluant) : (C4H8O2 : CHCl3 : C2H4O2) (10 :9 :2)……………………………………………………... 173 Tableau 21 : Résultats d’identification stéréoscopique des nématodes à kystes prélevés …………… 175 Tableau 22 : Caractères morphologiques d’identification des mollusques d’eau douce …………….. 177 Tableau 23: Résultats de l’activité nématicide des extraits aqueux (par macération et à reflux) de quelques plantes de la famille des astéracées exprimés en concentration léthale (µg / ml) à 50 % de mortalité accumulée sur les nématodes à kyste Globodera et Heterodera ……………………………. 179 Tableau 24: Résultats de l’activité nématicide des fractions organiques de quelques plantes d’astéracées vis-à-vis aux nématodes à kyste Globodera et Heterodera : (LC50, μg/mL) …………… 180 Tableau 25: Résultats de l’activité nématicide des extraits aqueux (par macération et à reflux) de quelques plantes de la famille des Caryophyllacées, Chenopodiacées, Euphorbiacées et Verbenacées exprimés en concentration léthale (µg / ml) à 50 % de mortalité acumulée sur les nématodes à kyste Globodera et Heterodera ………………………………………………………… 184 Tableau 26: Résultats de l’activité nématicide des fractions organiques de quelques plantes des familles des Caryophyllacées, Chenopodiacées, Euphorbiacées et Verbenacées vis-à-vis aux nématodes à kyste Globodera et Heterodera : (LC50, μg/mL) ……………………………………….. 185 Tableau 27: Résultats de l’activité nématicide des extraits aqueux (par macération et à reflux) de quelques plantes de la famille des Fabacées, Rhamnacées et Solanacées exprimés en concentration léthale (µg / ml) à 50 % de mortalité acumulée sur les nématodes à kyste Globodera et Heterodera ……………………………………………………...... 189 Tableau 28: Résultats de l’activité nématicide des fractions organiques de quelques plantes des familles des Fabacées, Rhamnacées et Solanacées vis-à-vis aux nématodes à kyste Globodera et Heterodera : (LC50, μg/mL) …………………………………...... 190 Tableau 29 : Résultats d’observation des niveaux d’infestation des échantillons de céréales (orge « Barberousse ») par les nématodes à kyste (Heterodera) après traitement aux extraits aqueux (macérat ou décocté) …………………………………………………………………………………... 194 Tableau 30 : Résultats du dénombrement des kystes d’Heterodera après après 86 jours de traitement par les extraits aqueux des plantes étudiées à partir des sols des cultures infestées …………………... 196 Tableau 31: Résultats de l’activité molluscicide des extraits aqueux (par macération et à reflux) de quelques plantes de la famille des astéracées exprimés en concentration léthale (µg / ml) à 50 % de mortalité acumulée sur les mollusques d’eau douce (Bulinus truncatus et Lymnaea acumunata)….. 198 Liste des tableaux

Tableau 32: Résultats de l’activité molluscicide des fractions organiques de quelques plantes d’astéracées sur les mollusques d’eau douce (Bulinus truncatus et Lymnaea acumunata) (LC50, μg/mL) …………………………………………………………………………………………………. 200 Tableau 33: Résultats de l’activité molluscicide des extraits aqueux (par macération et à reflux) de quelques plantes de la famille des Asclepiadacées, Brassicacées et capparidacées exprimés en concentration léthale (µg / ml) à 50 % de mortalité acumulée sur les mollusques d’eau douce (Bulinus truncatus et Lymnaea acumunata)…………………………………………………………. 202 Tableau 34: Résultats de l’activité molluscicide des fractions organiques de quelques plantes des familles : Asclepiadacées, Brassicacées et capparidacées sur les mollusques d’eau douce (Bulinus truncatus et Lymnaea acumunata) (LC50, μg/mL)………………………………………………… 204 Tableau 35 : Résultats de l’activité molluscicide des extraits aqueux (par macération et à reflux) des différentes parties la plante : Limoniastrum feei (Plumbaginaceae) exprimés en concentration léthale (µg / ml) à 50 % de mortalité acumulée sur les mollusques d’eau douce (Bulinus truncatus et 208 Lymnaea acumunata)…………………………………………………………………………………. Tableau 36: Résultats de l’activité molluscicide des fractions organiques des différentes parties de la plante Limoniastrum feei (Plumbaginaceae) sur les mollusques d’eau douce (Bulinus truncatus et Lymnaea acumunata) (LC50, μg/mL) ………………………………………………….. 209

Table des matières

INTRODUCTION GENERALE…………………………………………………………………... 1

SYNTHESE BIBLIOGRAPHIQUE ……………………………………………………………… 4 I/Introduction ……………………………………………………………………………………. 5 I-1/Rappel botanique ……………………………………………………………………….. 6 I-2/Familles des plantes étudiées …………………………………………………………... 10 I-2-1/Asteraceae: ……………..…………………………………………………………………...... 10 I-2-1-1/ Position systématique des Asteraceae ...... 11 I-2-1-2/Principaux espèces étudiées de la famille Asteraceae………………………….…..………... 11 a/ Anvillea garcinii subsp. radiata (Coss. & Dur.)………………………………………..... 11 a-1/Description botanique de la plante Anvillea garcini subsp. radiata (Coss. & Dur.). 11 a-2/Position systématique de la plante Anvillea garcini subsp. radiata (Coss. & Dur.). 12 b / Asteriscus graveolens (Forsk.)Less subsp. graveolens …...……………..………...... 12 b-1/Description botanique d’Asteriscus graveolens (Forsk.)Less subsp. graveolens 13 b-2/Position systématique d’Asteriscus graveolens (Forsk.)Less subsp. graveolens 14 c/ Brocchia cinerea (Delile) Vis.…………………………………………………………... 14 c-1/ Description botanique de Brocchia cinerea (Delile) Vis.……………...... 14 c-2/ Position systématique de la plante Brocchia cinerea (Delile) Vis.……………….. . 15 d/ Launaea arborescens (Batt.) Murb …………………………………………………….... 15 d-1/Description botanique de Launaea arborescens (Batt.) Murb ……………….…… 16 d-2/ Position systématique de la plante Launaea arborescens (Batt.) Murb ……..…….. 16 e / Launaea nudicaulis (L) Hook F. ……………………………………………………...... 17 e-1/Description botanique de Launaea nudicaulis (L) Hook F. …………………..…….. 17 e-2/ Position systématique de la plante Launaea nudicaulis (L) Hook F...... 18 f/ Warionia saharae………………………………………………………………………...... 18 f-1/ Description botanique de Warionia saharae………………………………………… 19 f-2/ Position systémtique de la plante Warionia saharae …………………………...... 19 I-2-2/Fabaceae…………………………………………………………………………………….. 20 a/ Acacia tortilis subsp. raddiana (Savi) Brenan ….……………………………………….. 21 a-1/ Description botanique Acacia tortilis subsp. raddiana (Savi) Brenan ………...…. 21 a-2/ Position systématique de la plante Acacia tortilis subsp. raddiana (Savi) Brenan . 22 I-2-3/ Brassicaceae………………………………………………………………………..……..... 23 a/ Moricandia arvensis (L.)DC ……………………………………………………………...... 24 a-1/ Description botanique de Moricandia arvensis (L.)DC ……………………..…….. 24 a-2/ Position systématique de la plante Moricandia arvensis (L.)DC ………………..… 25 b/ Zilla spinosa subsp. macroptera (Coss.) Maire ………………………...………………….. 25 b-1/ Description botanique de Zilla spinosa subsp. macroptera (Coss.) Maire ...... 25 b-2/ Position systématique de la plante Zilla spinosa subsp. macroptera (Coss.) Maire 26 I-2-4/ Amaranthaceae ………………………………………………………………………………. 26 a/ Haloxylon articulata (Moq.)Bolos & Vigo ………………………………..………….……. 27

a-1/ Description botanique de Haloxylon articulata (Moq.)Bolos & Vigo ……...... 27 a-2/ Position systématique de la plante Haloxylon articulata (Moq.)Bolos & Vigo……… 27 I-2-5/Euphorbiaceae………………………………………………………………………………. 28 I-2-5-1/Position systématique des la famille Euphorbiaceae…………………………………… 29 I-2-5-2/ Genre Euphorbia……………………………………………………………………………….. 29 a/Euphorbia guyoniana Boiss. et Reut ……………………………………………………… 30 a-1/ Description botanique d’Euphorbia guyoniana…………………………………….. 31 a-2/ Position systématique de la plante Euphorbia guyoniana…………………………... 31 b/ Euphorbia retusa…………………………………………………………………………... 32 b-1/ Description botanique d’Euphorbia retusa……………………………………...... 32 b-2/ Position systématique de la plante Euphorbia retusa……………………………..... 32 I-2-6/Plumbaginaceae ……………………………………………………………………………... 33 a/ Ceratolimon feei (Girard) Crespo & Ledo ……………………………………………… 34 a-1/ Description botanique de Ceratolimon feei (Girard) Crespo & Ledo ………….…... 34 a-2/ Position systématique de la plante Ceratolimon feei (Girard) Crespo & Ledo …… 34 I-2-7/Solanaceae…………………………………………………………………………...... 35 a/ Datura stramonium ……………………………………………………………………….. 36 a-1/ Description botanique de Datura stramonium……………………………………... 37 a-2/ Position systématique de la plante Datura stramonium………………………...... 38 b /Hyoscyamus muticus L. ssp. falezlez (Coss.) Maire……………………………………. 38 b-1/ Position systématique de Hyoscyamus muticus subsp. Falezlez (Coss.) Maire………. 38 b-2/ Description botanique de Hyoscyamus muticus subsp. Falezlez (Coss.) Maire……… 38 I-2-8/ Asclepiadaceae (Apocynaceae)……………………………………………………………… 39 a/Calotropis procera Ait. …………………………………………………………………….. 40 a-1/ Position systématique de la plante Calotropis procera Ait…………………………... 40 a-2/ Description botanique de Calotropis procera Ait. …………………………………... 40 b/ Pergularia tomentosa L…………………………………………………………………….. 41 b-1/ Position systématique de la plante Pergularia tomentosa L………………………… 42 b-2/ Description botanique de Pergularia tomentosa L ……………………………...... 42 I-2-9/ Capparidaceae ………………………………………………………………………..... 43 a/Capparis spinosa L………………………………………………………………………..... 43 a-1/ Position systématique de la plante Capparis spinosa L. …………………………….. 44 a-2/ Description botanique de Capparis spinosa L……………………………………….. 44 I-2-10/ Rhamnaceae ………………………………………………………………..………... 45 a/ Zizyphus lotus subsp. Saharae (Batt &Trab.) Maire ……………………………………. 46 a-1/ Position systématique de Zizyphus lotus subsp. Saharae (Batt &Trab.) Maire……….. 46 a-2/ Description botanique de Zizyphus lotus subsp. Saharae (Batt &Trab.) Maire………. 47 I-2-11/ Caryophyllaceae……………………………………………………………………..... 47 a/Gymnocarpos decandrus Forssk. …………………………………………………………. 48 a-1/ Position systématique de la plante Gymnocarpos decandrus Forssk. ……………….. 48 a-2/ Description botanique de Gymnocarpos decandrus Forssk. …………………………. 49 I-2-12/ Verbenaceae………………………………………………………………………….. 49 a/Lantana camara L. ……………………………………………………………………...... 50

a-1/ Position systématique de la plante Lantana camara L. …………………………….. 51 a-2/ Description botanique de Lantana camara L. ………………………………………. 51 II/Généralités sur les invertébrés………………………………………………………… 52 II-1/Caractères généraux des nématodes ……………………………………...... 53 II-1-1/Morphologie et anatomie………………………………………………………………… 54 II-1-1-1/ Morphologie ………………………………………………………………………….. 54 II-1-1-2/Anatomie ………………………………………………………………………………. 54 II-2/Les bases de la classification des nématodes phytoparasites …………………….. 54 II-2-1/ Systématique ……………………………………………………………………………. 59 II-2-2/ Taxinomie …………………………………………………………………………...... 60 II-3/Mode de parasitisme ………………………………………………………………………… 62 II-4/ Cycle de vie …………………………………………………………………………………… 63 II-4-1/ Les stades larvaires ……………………………………………………………………… 64 II-4-2/ Éclosion des œufs ……………………………………………………………………….. 65 II-5/Espèces modèles d’étude des nématodes à kyste…………………………………………….. 67 II-5-1/Globodera sp……………………………………………………………………………………………. 67 II-5-2/ Heterodera sp. ………………………………………………………………………………. 67 II-6/ Gamme d’hôtes, dégâts et symptômes ……………………………………………………... 69 II-7/ Identification morphobiométrique ………………………………………………………….. 69 II-7-1/ Identification des genres ………………………………………………………………… 70 II-7-2/ Identification spécifique ………………………………………………………………… 71 II-7-3/ Organisation des fenêtres anales et vulvaires ……………………………...... 72 II-8/Caractères généraux des mollusques ……………………………………………… 74 II-8-1/Morphologie et anatomie ………………………………………………………….. 74 II-8-1-1/ Morphologie ………………………………………………………………………… 74 II-8-1-2/Anatomie des gastéropodes …………………………………………………………... 75 II-9/ Hôte intermédiaire ……………………………………………………………………………. 78 II-9-1/ Classification ……………………………………………………………...... 79 II-9-1-1/Famille Planorbidae( Sous famille : Bulinidae)………………………………………. 80 II-9-1-2/Famille Lymnaeidae ………………………………………………………………...... 80 II-9-4/ Systématique ……………………………………………………………...... 82 II-9-5/ Cycle biologique …………………………………………………………………... 82 II-9-6/Ecologie des mollusques ………………………………………………………...... 82 II-10/Espèces modèle d’étude ……………………………………………………………. 83 II-10-1/ Bio-écologie de Bulinus truncatus ……………………………………...... 83 II-10-2/ Bio-écologie de Lymnaea stagnalis …………………………………………………. 84 II-10-3/ Bio-écologie de Lymnaea acumunata………………………………….. …………… 87 III/Généralités sur les métabolites secondaires…………………………………………... 88 III-1/Définition de la plante médicinale…………………………………………...... 88 III-3/ Métabolites secondaires et leurs activités ……………………………………………. 89 III-3-1/Alcaloides ……………………………………………………………………………….. 89 III-3-1-1/Activité nématicide des alcaloides …………………………………………………. 89 III-3-1-2/Activité molluscicide des alcaloides………………………………………………… 90

III-3-1-3/Plantes à alcaloïdes …………………………………………………………………. 91 III-3-2/Phénols…………………………………………………………………………………… 92 III -3-2-1/Activité nématicide des phénols ……………………………………………...... 93 III -3-2-2/Activité molluscicide des phénols …………………………………………...... 94 III -3-2-3/Plantes aux phénols ………………………………………………………...... 94 III -3-3/ Flavonoïdes ………………………………………………………………………...... 95 III -3-3-1/Activité nématicide des flavonoïdes ……………………………………………….. 96 III -3-3-2/Activité molluscicide des flavonoïdes ……………………………………………... 96 III -3-3-3/Plantes à flavonoïdes……………………………………………………………….. 96 III -3-4/Coumarines ……………………………………………………………………...... 97 III -3-4-1/Activité nématicide des coumarines ……………………………...... 98 III -3-4-2/Activité molluscicide des coumarines……………………………………...... 98 III -3-4-3/Plantes à coumarines……………………………………………………………... 99 III -3-5/Tanins………………………………………………………………………...... 99 III -3-5-1/Activité nématicide des tanins ………………………………...... 101 III -3-5-2/Activité molluscicide des tanins……………………………………………………. 101 III -3-5-3/Plantes aux tanins………………………………………………………………… 101 III -3-6/Terpènes……………………………………………………………………...... 102 III V- 3-6-1/Activité nématicide des terpènes………………………………………………… 102 III -3-6-2/Activité molluscicide des terpènes………………………………...... 102 III -3-6-3/Plantes aux terpènes…………………………………………...... 103 III -3-7/Saponines ………………………………………………………………………………. 103 III -3-7-1/Activité nématicide des saponines………………………………………………….. 104 III - 3-7-2/Activité molluscicide des saponines……………………………………………….. 104 III -3-7-3/Plantes aux saponines…………………………………………………………….. 105 III -4/Lutte contre les nématodes et mollusques ………………………………………………. 105 III -4-1/ Moyens de lutte contre les nématodes ………………………………………………………. 105 III -4-1-1/ Mesures prophylactiques………………………………………………………… 105 III -4-1-2/ Méthodes de lutte biologique …………………………………………………… 106 III -4-1-3/ Utilisation de plantes nématicides ………………………………………………… 106 III -4-1-4/ Lutte chimique …………………………………………………………………….. 106 III -4-1-5/ Lutte intégrée ……………………………………………………………………… 108 III -4-2/ Moyens de lutte contre les mollusques …………………………………………………. 108 III -4-2-1/Moyens de lutte chimique ………………………………………………………… 108 III-4-2-2/Moyens de lutte biologique ………………………………………………………… 109 III -4-2-3/ Lutte malacologique……………………………………………………………….. 111 IIV/Conclusion…………………………………………………………………………………….. 112 PARTIE EXPERIMENTALE ……………………………………………………………………. 113 Matériel et méthodes ………………………………………………………………………….. 114 1. Objectif…………………………………………………………………………...... 115 2. Méthodologie de travail ………………………………………………………………………. 116 2.1. Présentation de la région d’étude …………………………………………………………. 116 2.2. Choix des stations d’étude et échantillonnage …………………………………………….. 118

3. Matériel végétal …………………………………………………………………………………. 118 3.1. Récolte……………………………………………………………………………………… 118 3.2. Préparation de l’extrait végétal ……………………………………………………………. 120 3.3. Méthode d’Extraction……………………………………………………………………... 120 3.3.1 Extraction aqueuse……………………………………………………………….. …….. 120 a/ Par macération ……………………………………………………………………...... 120 b/ à Reflux ………………………………………………………………………………….. 121 3.3.2. Extraction sélective ……………………………………………………………………... 122 a. Dégraissage du matériel végétal ………………………………………………...... 123 b. Protocole d’extraction par système……………… ………………………………………. 123 b.1. Extraction au méthanol/Eau…………………………………………………………… 123 b.2. Extraction à l’acétone /Eau …………………………………………………………… 124 b.3. Partitions entre solvants ………………………………………………………………. 124 3.3.3. Rendement d’extraction…………………………………………………………………. 126 c. Extraction des familles des métabolites secondaires……………………………...... 126 c.1. Extraction des saponosides ……………………………………………………………. 126 c.2. Extraction des tanins ………………………………………………………...... 126 d. Extraction par partage liquide-liquide ……………………………………………………... 127 d.1. Extraction liquide-liquide……………………………………………………………… 127 d.2.Partage à l’acétate d’éthyle……………………………………………………………... 128 d.3.Partage au butanol………………………………………………………………………. 128 3.4. Screening phytochimique des plantes……………………………………………………… 129 3.4.1. Alcaloïdes …………………………………………………………………………….. 130 3.4.2. Saponosides …………………………………………………………………………... 130 3.4.3. Tanins ………………………………………………………………………………… 131 3.4.4. Terpènoïdes …………………………………………………………………………… 131 3.4.5. Flavonoïdes …………………………………………………………………………… 131 3.5. Screening phytochimique des extraits …………………………………………...... 134 3.5.1. Alcaloïdes ……………………………………………………………………………... 135 3.5.2. Coumarines ……………………………………………………………………………. 135 3.5.3. Saponosides ……………………………………………………………………...... 135 3.5.4. Tanins …………………………………………………………………………………. 136 3.5.5. Flavonoïdes ……………………………………………………………………………. 136 3.5.6. Stérols et triterpènes …………………………………………………………………... 136 3.6. Séparation de l’extrait organique neutre………………………………………...... 137 a. Chromatographie sur couches minces ……………………………………………………… 137 b. Rapport frontal (Rf)…………………………………………………………………………. 138 3.7. Préparation des concentrations ……………………………………………………………… 138 4. Matériel animal …………………………………………………………………………………… 139 4.1. Les nématodes phytoparasites ………………………………………………………………. 139 4.1.1. Echantillonnage des sols infestés par les nématodes ……………………………………. 139 4.1.2. Echantillons d'enquête faunistique ……………………………………………………… 139 4.1.3. Techniques de prélèvement des échantillons …………………………………...... 139 4.1.4. Collecte des échantillons de sol …………………………………………………...... 140

4.1.5. Extraction des nématodes ……………………………………………………...... 141 a. Choix de la méthode d’extraction ………………………………………………………. 141 b. Extraction à partir d’un sol sec …………………………………………………………. 141 c. Récupération et préparation de l’extrait ………………………………………………… 142 c.1 - Récupération et séchage de l’extrait ………………………………………………. 142 c.2- Lecture ……………………………………………………………………………... 143 d. Conditionnement des kystes ……………………………………………………………. 145 e. L’extraction du refux de tamis à l’acétone ……………………………………………... 145 4.1.6. Tri visuel des kystes ……………………………………………………………………. 146 4.1.7. Identification spécifique morphobiométrique…………………………………………... 146 a. Examen des kystes …………………………………………………………………… 146 a.1.Examen externe à la loupe binoculaire ……………………………………………... 146 a.2.Examen microscopique de la région périnéale………………………...... 146 b. Critères observés ……………………………………………………………………... 147 4.1.8. Identification des principaux nématodes …………………………………………. 147 4.2. Mollusques (gastéropodes d’eau douce)……………………………… ………………...... 148 4.2.1. Stations prospectées des mollusques……………………………………………………. 148 4.2.2. Protocole d'étude …………………………………………………………….. ………… 148 4.2.3. Prélèvement et transport des échantillons ………………………………………………. 148 4.2.4. Méthodes de capture et d’identification ………………………………………………... 149 4.2.5. Identification des mollusques d’eau douce …………………………………………….. 150 5. Etude des activités biologiques des extraits………………………………………...... 152 5.1. Effet nématicide ……………………………………………………………………………. 152 5.1.1. Expérimentation in vivo ………………………………………………………………… 153 a. Dispositif expérimental ………………………………………………………………… 153 b. Conduite de l’essai...... 153 5.1.2. Préparation de l’inoculum et mise en culture …………………………………………… 154 5.2. Effet molluscicide ……………………………………………………………………………. 155 6. Détermination de la LC50 ……………………………………………………………………….. 156 RESULTATS ……………………………………………………………………………………… 158 I.1.Rendements des extraits aqueux et organiques…………………………………………………. 158 I.2. Criblage phytochimique des extraits …………………………………...... 161 I.3. Séparation de l’extrait organique neutre ………………………………………………………. 168 I.4. Identification des nématodes …………………………………………………………………... 174 I.5. Identification des mollusques d’eau douce ……………………………………………………. 176 I.6.Activité nématicide in vitro ……………………………………………………………………. 179 I.7.Activité nématicide in vivo …………………………………………………………………….. 193 I.8.Activité molluscicide …………………………………………………...... 197 DISCUSSION ………………………………………………………………………………. 211 II.1.Criblage phytochimique ………………………………………………………………………. 211 II.2. /Activité nématicide…………………………………………………………………………… 215 II.2. 1/ In vitro …………………………………………………………………………………. 215 II.2. 2 / In vivo ……………………………………………………………………...... 218

II.3.Activité molluscicide …………………………………………...... 221

CONCLUSION GENERALE……………………………………………………………………... 224 REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES………………………………………………………… 228 ANNEXE……………………………………………………………………………………………. 277 PUBLICATIONS ……………………………..……………………………………………………. 300

INTRODUCTION GENERALE

Introduction générale

Depuis la nuit des temps, les hommes se sont soignés avec les plantes qu'ils avaient à leur disposition contre les maladies bénignes, rhume ou toux, ou plus sérieuses, telles que les bilharzioses ou schistosomiases. Certainement, c’est l’expérience où les gents apprécient les vertus apaisantes et analgésiques des plantes.

Comparativement des pays du Maghreb, la flore algérienne est représentée par 3000 espèces et 1000 genres (Hanifi, 1991), celle de la Tunisie compte 2103 espèces et 742 genres (Nabli, 1991), alors que la flore totale marocaine est représentée par 4200 espèces et sous espèces avec 940 genres et 135 familles (Ibn Tatou et Fennane, 1991).

Actuellement, la société scientifique, biologiste et chimiste, met en évidence le rôle tragique des plantes sahariennes (médicinales et toxiques) par l’étude des phytoconstituants bioactifs. Ces molécules bioactives sont à l’origine des activités biologiques (nématicide et molluscicide). En appuyant sur cette vision, un renouveau de la phytothérapie vers cette vague verte qui produit une foule des phytocontituants bioactives afin de contrer et piéger les nématodes phytoparasites et les mollusques d’eau douce transporteurs des parasites.

D’une part, les nématodes à kyste sont parmi les bioagresseurs causants le plus de dégâts sur les cultures de pommes de terre (cas de Globodera) et des céréales (Heterodera). Le contrôle des nématodes est souvent réalisé par la combinaison de plusieurs stratégies de lutte. De plus, les produits de traitements les plus efficaces sont peu à peu interdits dans tous les pays de l’Union Européenne.

D’autre part, l’identification de la faune malacologique et la connaissance du comportement des espèces est une nécessité pour assurer le contrôle efficace des parasitoses concernées. Le rôle de l’hôte intermédiaire assuré par les mollusques (Bulinus et Lymnaea) est en fonction de leur cycle d’activité annuel. La plupart des espèces de schistosomes et de douves sont transmises par des espèces de mollusques appartenant aux familles : Planorbidae et les Lymnaeidae, ces dernières jouent un rôle majeur dans la transmission des maladies (bilharzioses ou schistosomiases) grâce à leur présence ubiquitaire en milieu aquatique d’eau douce.

~ 1 ~

Introduction générale

Notre travail s’inscrit dans le cadre de la recherche des substances nématicides et molluscicides naturelles à partir de vingt et une (21) plantes sahariennes de la région Sud- Ouest Algérienne (Anvillea garcini subsp. radiata (Coss. & Dur.) Anderb. , Launaea arborescens (batt.) Murb. , Launaea nudicaulis (L) Hook f., Asteriscus graveolens (Forsk.)Less subsp. graveolens , Warionia saharae, Brocchia cinerea (Delile) Vis. , Acacia tortilis subsp. radiana (savi) Brenan, Zizyphus lotus subsp. Saharae (Batt &Trab.) Maire , Haloxylon articulata (Moq.)Bolos & Vigo , Ceratolimon feei (Girard) Crespo & Ledo , Euphorbia guyoniana, Euphobia retusa, Zilla spinosa subsp. macroptera (Coss.) Maire, Moricandia arvensis (L.)DC., Hyoscyamus muticus subsp. Falezlez (Coss.) Maire, Pergularia tomentosa, Gymnocarpos decander, Calotropis procera, Capparis spinosa L, Datura stramonium et Lantana camara ).

Dans la première partie de ce manuscrit, nous présentons une synthèse bibliographique, nous rappelons la description (les caractères botaniques et la systématique) des différentes espèces végétales, l’intérêt biologique et étude des spécimens zoologiques (nématodes phytoparasites : Globodera et Heterodera et les mollusques d’eau douce : Bulinus et Lymnaea), et enfin, quelques activités biologiques (nématicide et molluscicide) dues aux extraits des plantes étudiées.

Dans la deuxième partie, nous avons envisagé la partie expérimentale qui se décline en deux axes : Dans le premier axe, nous avons réalisé l’extraction aqueuse et organique (acétonique et méthanolique) ainsi que le fractionnement par partage des différents extraits organiques et aqueux puis le criblage phytochimique des extraits des plantes. Dans le deuxième axe, nous nous sommes intéressés à évaluer le pouvoir nématicide et molluscicide des extraits des plantes et de leurs fractions. Dans la troisième partie, nous avons rapporté les résultats obtenus entre autre les rendements, les fractions organiques et l’activité nématicide et molluscicide des extraits des différentes plantes afin de discuter les résultats par la suite. Enfin, une conclusion générale résumera les différents résultats obtenus et les perspectives de ce travail.

~ 2 ~

Introduction générale

L’objectif général de notre travail est de réduire la transmission des parasites par l’hôte intermédiaire (mollusques d’eau douce) et de minimiser la réduction des rendements agricoles incités par les nématodes phytoparasites, avec l’utilisation des sources biologiques naturelles (les extraits des plantes sahariennes).

~ 3 ~

Synthèse bibliographique

Synthèse bibliographique

I-Introduction :

A travers des siècles, les traditions humaines ont su développer la connaissance et l’utilisation des plantes médicinales pour objectif de vaincre la souffrance, d’améliorer la santé des hommes et de protéger les écosystèmes agricoles (Iserin et al., 2001). Parmi les maladies qui touchent l’être humain, la bilharziose, appelée aussi schistosomiase, est une maladie tropicale qui atteint des millions de personnes à travers le monde et responsable de centaines de milliers de décès chaque année. C'est une maladie chronique que l'on contracte au contact de l'eau, ce qui permet le passage des larves de parasites à travers la peau par l’intermédiaire des hôtes qui sont les « mollusques d’eau douce ». Il existe plusieurs types de bilharziose : la bilharziose intestinale et urinaire.

Autrement, les écosystèmes agricoles sont menacés par des problèmes énormes qui persistent sur les cultures maraichères, solanacées et cucurbitacées et qui endurent de la réduction de rendement due aux sols infestés par les nématodes à kyste et à galle, tout en causant un problème phytosanitaire important.

L’étude d’un problème phytosanitaire commence toujours par l’identification des organismes en cause ; la connaissance de leur biologie et de leur écologie permet de mettre au point des méthodes de lutte adaptées aux conditions locales (Arkoub-Abrous, 1997)

De ce fait, le présent travail s’inscrit dans le cadre de la recherche d’une méthode efficace pour la lutte contre quelques mollusques d’eau douce et les nématodes à kyste de pommes de terre et des céréales. Cette étude a pour objectif de déceler des plantes à effet nématicide et molluscicide à travers leurs extraits aqueux et organiques. Un screening phytochimique a été réalisé pour avoir un aperçu sur la composition en métabolites secondaires de ces plantes.

Cette partie bibliographique s’articule en trois grands axes : commençant par un rappel botanique sur les vinght et une plantes étudiées ( description botanique et position systématique), le second axe est basé sur les espèces biologiques à tester (les nématodes phytoparasites : Globodera et Heterodera) avec une description générale et les cycles de vie et les mollusques d’eau douce : Bulinus et Lymnaea.

~ 5 ~

Synthèse bibliographique

En terminant par un troisième axe sur les métabolites secondaires typiques des plantes étudiées et leurs effets nématicide et molluscicide tout en basant sur les études antérieures.

I-1/Rappel botanique :

Les plantes sahariennes constituent une richesse naturelle pouvant jouer un rôle important dans le développement socio-économique de certaines régions. Elles pourraient, ainsi offrir une source viable de revenus à la population locale.

De nos jours, les produits naturels sont une source importante pour la recherche de nouveaux composés actifs contre de nombreuses maladies. L’utilisation thérapeutique des plantes fait partie intégrante des traditions de toutes les cultures. La valorisation médicinale de ces pratiques passe notamment par l’isolement et l’identification de nouvelles molécules.

L’Algérie, pays connu par ces ressources naturelles, dispose d’une flore riche et variée. On compte environ 3000 espèces de plantes dont 15% endémiques et appartenants à plusieurs familles botaniques (Savona et al.,1982).

Dans les dayas et les dépressions fermées, le groupement caractéristique est l’association de Pistacia atlantica à Zizyphus lotus, accompagnée des Composées de genres Launeae, Anvillea, Bubonium, des Papilionacées, et association d’Haloxyloum scoparium et Euphorbia guyoniana… (Hamdi-Aissa et al., 2005). Au niveau des lits d’Oued et des vallées, c’est l’association de Panicum turgidum et Acacia raddiana qui domine (Ozenda, 1983). Les sols rocheux se caractérisent par Limoniastrum feii par une flore acceptant le sable dominée par des Stipagrostis sp.

Les dayas sont généralement dominées par : Zilla macroptera, Launaea arborescens, Anvillea radiata et Bubonium graveolens. Les lits d'Oueds secs, à fond limoneux ou caillouteux, sont caractérisés par une formation à Acacia raddiana. Par ailleurs, les endroits salés se caractérisent par : Anvillea radiata Coss. & Durieu, Bubonium graveolens Less., Launaea arborescens, Zilla macroptera, Hyoscyamus muticus, Pergularia tomentosa, Gymnocarpos decander, Zizyphus lotus, Calotropis procera (Aiton) W.T. Aiton,Capparis spinosa L., Cotula cinerea Delile, Datura stramonium L. et Euphorbia calyptrata Coss. & Kralik.

~ 6 ~

Synthèse bibliographique

Sur le plan taxonomique, la flore endémique de l’Algérie se répartit entre environ 60 familles, mais onze seulement affichent plus des deux tiers d’espèces et sous-espèces endémiques ; ce sont les suivantes : Asteraceae, Asclepiadaceae, Fabaceae, Brassicaceae, Caryophylaceae, Chenopodiaceae, Euphorbiaceae, Plumbaginaceae, Solanaceae et Rhamnaceae, (Tableau1) (Marouf, 2012).

Tableau 1 : Distribution des différentes familles de la flore de l’Algérie en fonction du nombre d’espèces (Marouf, 2012).

Famille Nombre d’espèces* Pourcentage (%)

Astéracées 648 15,72 %

Fabacées 453 10,99 %

Brassicacées 200 4,85 %

Chénopodiacées 75 1,82 %

Euphorbiacées 51 1,23 %

Plumbaginacées 44 1,06 %

Solanacées 33 0,80 %

Asclépiadacées 16 0,38 %

(*ce nombre comprend aussi bien les espèces définies en tant que telles que les sous-espèces, les variétés et les hybrides)

Nombreuses sont les espèces aromatiques et médicinales qui occupent une place importante parmi cette flore à potentiel économique. Cependant, seules quelques dizaines de ces espèces sont effectivement exploitables (Bellakhdar, 1997).

Dans cette optique d’évaluation scientifique du potentiel médicinal des plantes, nous avons choisi d’étudier vingt et une plantes de la région du Sud Ouest Algérien des familles citées préalablement.

Cette étude est une contribution dans l'exploration phytochimique et biologique (nématicide et molluscicide) de la flore du Sud Ouest Algérienne qui reste peu exploitée malgré les efforts et l’intérêt du pays.

~ 7 ~

Synthèse bibliographique

Dans la région d’étude, nous avons dénombré vingt (20) espèces endémiques dont une est considérée comme strictes Algériennes (Euphorbia calyptrata), douze (12) sont endémiques d’Afrique du Nord, cinq (5) Algéro-marocains et deux endémique du Sahara ; alors que les dix (10) autres espèces sont en danger (Negadi et al., 2014).

Les Asteraceae et les Fabaceae sont deux familles communes aux deux situations avec une prédominance dans les deux listes floristiques. Ces deux familles représentent 35 à 40% de la flore dans chaque secteur saharien (Ozenda, 1977).

Au plan physioéconomique et floristique, Djebaili (1978) définit la variation de la composition floristique de ce groupement en fonction de la nature du substrat lithologique. Donc, les espèces végétales de ce groupement sont purement désertiques (Tableau 2) : Zizyphus lotus, Anvillea radiata, Bubonium graveolens, Cotula cinerea, Euphorbia retusa, Gymnocarpos decander, Launaea arborescens, Launaea nudicaulis, Limoniastrum feei, Moricandia arvensis et Zilla macroptera.

En Algérie, une liste floristique est établie par une équipe de recherche de l’Agence Nationale de la Conservation de la Nature (ANN) à Béchar et Tindouf, comprend les espèces suivantes : Acacia radiana, Anvillea radiata, Bubonium graveolens, Moricandia arvensis, Zizyphus lotus, Cotula cinerea, Euphorbia guyoniana, Gymnocarpos decandrus Forssk, Haloxylon scoparium et Pergularia tomentosa (Tableau 2).

~ 8 ~

Synthèse bibliographique

Tableau 2 : Inventaire, catégorie, symptômes traités et parties utilisées des espèces spontanées médicinales inventoriées au Sahara septentrional algérien (Ould El Hadj et al., 2003).

Familles Espèces Nom Catégorie Parties Forme Symptômes Observation vernaculaire utilisées d'utilisation traitées Asclépiadacées Pergularia Kalga Vivace Partie Ecrasée et étalée Piqûres de tomentosa aérienne sur la peau scorpion, angines et dermatoses Toxique Latex Application Fait ressortir les épines de la peau Astéracées Anvillea Nougd Ephémère Partie Infusion Diabète et radiata aérienne indigestions Bubonium Tafs Ephémère Feuilles Ecrasées et Affections graveolens utilisées en respiratoires gouttes nasales (rhumes, sunisites…) Cataplasme Migraines Infusion Diabète Cotula Gartoufa Ephémère Partie Infusion Faciliter la Aromatique cinerae aérienne digestion Brassicacées Moricandi Krom jmel Ephémère Feuilles Décoction pour Syphilis, a arvensis et tiges boisson et Céphalées Feuilles Lavage, Zilla boukhlala Vivace Partie Décoction Problèmes macroptera aérienne gastriques

Capparidacées Capparis Kebbar Vivace Ecorce Décoction Rhumatisme, spinosa des migraines, ulcère racines et galle du dromadaire Chénopodiacées Haloxylon Remth Vivace Feuilles, Décoction et Indigestions et scoparium rameaux macération piqûres de et scorpion fleurs Cataplasme Dermatoses

Euphorbiacées Euphorbia Jarraba Ephémère Tiges et Cataplasme Morsures de Toxique retusa feuilles serpent

Euphorbia Lebina Vivace Tiges et Cataplasme Morsures de Toxique guyoniana feuilles serpent Rhamnacées Zizyphus Sedra Vivace Feuilles, Décoction Pectorale, sédatif lotus fruits et et diurétique racines Feuilles Réduits en Traitement des et fruits poudre et furoncles mélangés avec de l'eau ou des laits tièdes appliqués comme emplâtre

~ 9 ~

Synthèse bibliographique

I-2/Familles des plantes étudiées:

I-2-1/Asteraceae:

Le mot « Aster » du grec signifie étoile, est en relation avec la forme de la fleur. Asteraceae (anciennement appelée : Composée) est une famille appartenant aux dicotylédones, comprenant plus de 1500 genres et plus de 25000 espèces décrites dont 750 sont endémiques, c'est une des familles la plus importante des angiospermes. Ce sont presque toujours des plantes herbacées avec souvent des racines charnues : rhizomateuses, tubéreuses ou pivotantes (Crète ,1965).

Cette famille présente des caractères morphologiques divers : herbes annuelles ou vivaces, plus rarement des arbustes, arbres ou plantes grimpantes et quelques fois, plantes charnues (Bonnier, 1934). Bien que généralement, se soit des plantes herbacées aux feuilles isolées (Crète ,1965). L'aspect de l’appareil végétatif est trop variable pour caractériser les Asteraceae sur ce seul critère. En revanche, cette famille est très homogène au niveau de ses inflorescences très caractéristiques : le capitule ; le fruit est un akène généralement surmonté d’un pappus provenant du calice.

La famille des astéracées comprend plus de 13 tribus, 1000 genres et 23000 espèces. En Algérie, il en existe 109 genres et 408 espèces et cette vaste famille est économiquement importante, vu que plusieurs de ses plantes sont cultivées pour leur valeur alimentaire (le tournesol, la laitue, la chicorée, la camomille, etc.) ou comme plantes décoratives (les dahlias, les asters, les gaillardes, etc).

Les membres de la famille des Asteraceae sont distribués dans le monde entier et occupent un large éventail de l'habitat. Ils sont exceptionnellement riches en métabolites secondaires. Le développement de leur complexité morphologique et chimique a contribué à la réussite de l'évolution de la famille des asteraceae et la richesse de cette famille est la base de leur utilisation très répandue comme plantes médicinales (Heywood et al., 1977 ; Jeffrey, 2007 ).

Généralement, ce sont des herbes annuelles, bisannuelles, plus ou moins pérennes. Ils possèdent des lianes herbacées grimpantes ou rampantes. Les feuilles sont très polymorphes, petites sans stipules, alternes ou opposées et en rosettes. Elles sont simples, entières ou dentelées et parfois divisées en plusieurs segments plus ou moins grands (Ndom, 2008). ~ 10 ~

Synthèse bibliographique

I-2-1-1/ Position systématique des Asteraceae (Mezache, 2010)  Embranchement : Phanerogamae,  Sous-embranchement : Magnoliophytina (Angiospermes),  Classe : Magnoliopsida (Dicotyledones),  Sous-classe : Asteridae,  Ordre : Asterales,  Famille : Asteraceae. I-2-1-2/Principaux espèces étudiées de la famille Asteraceae : a/ Anvillea garcinii subsp. radiata (Coss. & Dur.):

Anvillea radiata Coss. & Dur. (Asteraceae) (Ozenda, 1958 ; Quezel and Santa, 1963), est appelée aussi Anvillea garcinii subsp radiata (Anderberg, 1982) ; elle est communément appelée nougd l'hoor (Hammiche et Maiza, 2006), elle appartient à la famille des Asteraceae. Cette famille est bien marqué dans leur caractéristique et ne peut pas être confondue avec les autres. Une grande majorité des plantes appartenant à cette famille sont des herbacées, tandis que les arbres et les arbustes sont relativement rares (Okunade, 2002).

A. radiata est une plante sauvage distribuée principalement dans les steppes de l'Afrique du Nord (Maroc et Algérie).La plante est utilisée dans la médecine populaire comme excellente chauffage, pour le traitement de la dysenterie, de troubles gastriques- intestinaux (Bellakhdar, 1997). a-1/Description botanique de la plante Anvillea garcini subsp. radiata (Coss. & Dur.):

Anvillea garcini subsp. radiata (Coss. & Dur.) nom vernaculaire (Nogde), est un arbuste très rameux de 20-50 cm, à tige et rameaux ligneux à la base, à feuilles en triangle allongées ,qui sont atténuées à la base en pétiole, et à la limbe fortement dentée ; elle possède un grand capitule, de 4 à 5 cm de diamètre y compris les longues ligules, il est entouré des feuilles supérieures rayonnantes qui passent progressivement aux bractées ; les fleures sont toutes jaune-orangé; paillettes du réceptacle sont tronquées au sommet et sont prolongées en une soie; à chaines prismatiques, ceux de la périphérie à trois angles, ceux du centre du capitule à quatre angles, possédant des fleurs périphériques en longues ligules, atteignant jusqu’à 25 mm (Photo 1) (Quezel et Santa,1962).

~ 11 ~

Synthèse bibliographique

a-2/Position systématique de la plante Anvillea garcini subsp. radiata (Coss. & Dur.):

 Embranchement : Spermatophytes (Phanerogames),

 Sous Embranchement : Magnoliophytina (Angiospermes),

 Classe : Magnoliopsida,

 Familles : Asteraceae,

 Genre : Anvillea,

 Espèce: Anvillea garcini subsp. radiata (Coss. & Dur.)

 Nom Vernaculaire: Horf , et Aïn elbegra (Quezel et Santa, 1962) ; Nogde (Maiza et al., 1993).

Photo 1 : Plante Anvillea garcini subsp. radiata (Coss. & Dur.) dans son biotope (Zone de Lahmar,2014). b / Asteriscus graveolens (Forsk.)Less subsp. graveolens:

C’est une plante médicinale vivace à odeur forte (Benabid, 2000 ; Chebli, 2003), Cette plante est abondante dans les pâturages rocailleux, en particulier dans les dépressions argilosablonneuses. Cette plante a été utilisée dans la médecine traditionnelle au Sahara pour traiter la fièvre, les déséquilibres des tractus gastro-intestinaux, les douleurs céphaliques, la bronchite et comme un anti-inflammatoire (Cheriti, 2000).

Selon Le Floc’H (1983), la plante a été utilisée dans le traitement de la blennorragie et dans le traitement des coliques et des gastralgies. Cette espèce est très appréciée chez les ovins et les dromadaires.

~ 12 ~

Synthèse bibliographique

Les synonymes acceptés de Bubonium graveolens (Forssk.) Maire subsp. odorum (Schousb.) Wiklund dans la base de donnée des plantes Africaines de la famille des Asteraceae (Dobignard et Chatelain, 2011) sont:

 Nauplius graveolens (Forssk.) Wiklund subsp. odorus (Schousb.) ;

 Asteriscus graveolens subsp. odorus (Schousb.) DC,

 Odontospermum odorum (Schousb.) Sch.Bip;

 Asteriscus stenophyllus (Link) Kuntze var. villososericeus Kuntze ;

 Bubonium odorum (Schousb.) Maire var. cavanillesi (Caball.) Maire. b-1/Description botanique de Asteriscus graveolens (Forsk.)Less subsp. graveolens:

Asteriscus graveolens (Forsk.)Less subsp. graveolens est un arbuste bas (20 à 50 cm), à écorce blanche et crevassée dans les parties âgées, ces feuilles sont d’un vert pale, étroites et profondément découpées, très velues, Les tiges sont blanchâtres au sommet, densément est ramifiée, des grands capitules jaunes d'or (1 à 2 cm), les fruits sont petits, couvert d'un poil dense (Photo 2) (Salah, 2008).

Photo 2 : Plante Asteriscus graveolens (Forsk.)Less subsp. graveolens dans son biotope (Zone de Lahmar,2014). ~ 13 ~

Synthèse bibliographique

b-2/Position systématique de la plante Asteriscus graveolens (Forsk.)Less subsp. graveolens:  Embranchement: Tracheophyta,  Sous-embranchement: Euphyllophytina,  Infraphylum : Radiatopses,  Classe: Magnoliopsida,  Sous-classe: Asteridae,  Super-classe : Asteranae,  Ordre: Asterales,  Famille: Asteraceae,  Genre: Bubonium  Espece: Bubonium graveolens (Forssk.) DC.  Nom botanique: Asteriscus graveolens (Forsk.)Less subsp. graveolens Noms vernaculaires : tâffsa (Sahara occidental); taûgut (Tissint), âmayô, tamayont (Sahara central) ; kerkaba (Soussi) (Boulet et al., 1991). c/ Brocchia cinerea (Delile) Vis.:

Dans le Sahara algérien, plus précisément à Ouargla, cette plante est destinée contre la colique, la diarrhée, la toux, le rhumatisme et la stérilité (Ould El Hadj et al., 2003 ; Hammiche et Maiza, 2006). Cette espèce est largement utilisée en médecine traditionnelle marocaine pour ses propriétés biologiques comme les activités : anti-inflammatoire, antiseptique, antibactérienne et contre les larves (Markouk et al., 1999 ; Markouk et al., 2000 ; Larhsini et al., 2002). c-1/ Description botanique de Brocchia cinerea (Delile) Vis.:

C’est une petite plante annuelle d’aspect laineux de 5 à 15 cm entièrement tomenteuse. Les tiges sont dressées ou diffusées. Les feuilles et les tiges vert-blanchâtre sont recouvertes de petits poils denses qui forment comme un manteau de velour (Photo 3). Les feuilles petites, entières épaisses et veloutées sont découpées en trois à sept dents ou 'doigts' qui se présentent comme une main légèrement refermée. Les fleurs sont de petites jaunes d'or au bout d'une courte tige. C’est une espèce Saharo-arabique commune dans tout le Sahara et les lieux sablonneux désertiques (Quezel et Santa, 1963).

~ 14 ~

Synthèse bibliographique

c-2/ Position systématique de la plante Brocchia cinerea (Delile) Vis. (Quezel et Santa, 1963 ; Dupont et Guignard, 2007) :

 Embranchement : Phanerogames,  Sous embranchement : Angiospermes,  Classe : Endicots,  Sous classe : Asteridae,  Ordre : Asterales,  Famille : Asteraceae,  Genre : Cotula,  Espèce : Brocchia cinerea (Delile) Vis.  Synonyme : Cotula cinerea Del  Noms vernaculaires : Chiria ou Robita (Quezel et Santa 1963), Al gartoufa, rebrûba.  Nom français : Camomille du sahara.

Photo 3 : Plante Brocchia cinerea (Delile) Vis. dans son biotope (Marouf, 2012). d/Launaea arborescens (Batt.) Murb :

Launaea arborescens est une espèce de plante à fleur du genre Launaea, de la famille des astéracées. Elle se répartit dans les régions méditerranéennes à bioclimat saharien, mais on peut aussi la retrouver dans un bioclimat aride. Launaea arborescens est une plante médicinale endémique aromatique s'étendant du Sahara au Sud Ouest Algérien (il grandit dans la région du Sud de Beni-Abbés et Tademaït) et aussi en Mauritanie (atteindre Almeria dans le Sud-Est de l'Espagne) et le Sahara occidental (Ammar et Fatma, 2012). ~ 15 ~

Synthèse bibliographique

d-1/Description botanique de Launaea arborescens (Batt.) Murb : Launaea arborescens est un buisson épineux qui peut atteindre 1 m de hauteur. Les branches sont très ramifiées, armées de nombreuses épines. Les feuilles sont allongées et munies des lobes triangulaires terminés par une petite épine, elles n'apparaissent que chez les sujets jeunes ou pendant l'hiver chez les plantes âgées. Les capitules, de 1,5 cm de diamètre sont solitaires à l'extrimité des rameaux (Photo 4). Ce buisson se rencontre dans les zones subdésertiques de basse altitude (Bellakhdar et al., 1991).

Photo 4 : Plante Launaea arborescens (Batt.) Murb dans son biotope (Marouf,2012). d-2/ Position systématique de la plante Launaea arborescens (Batt.) Murb :  Embrenchement : Angiospermes,  Classe : Dicotyledones,  Ordre : Asterales,  Famille : Asteraceae,  Genre : Launaea,  Espéce : Launaea arborescens (Batt.) Murb . Nom vernaculaire : Iferskl (Bellakhdar et al., 1991) ; Oum lbina (Belboukhari, 2007).  Synonymes : Zollikoferia spinosa DC, Zollikoferia arborescens Murb (Quezel et Santa,1962).

~ 16 ~

Synthèse bibliographique

e / Launaea nudicaulis (L) Hook F. :

Launaea est un genre qui se compose d'environ 40 espèces qui poussent dans des biotopes secs et dans des milieux salins et sableux. Ils appartiennent à la tribu Lactucaea et la famille des Asteraceae (Ali et Qaiser, 2002 ; Ozenda, 2004). Diverses espèces de Launaea possèdent des activités biologiques : antitumorales, insecticides, cytotoxiques et activités antioxydantes et elles sont bien connues dans la médecine traditionnelle en raison de leurs diverses propriétés médicinales comme diurétiques, apéritifs, soporifiques, galactagogues, fébrifuges et stomachiques (Baquar, 1989 ; Rashid et al., 2000). En raison des larges applications de Launaea nudicaulis dans la médecine traditionnelle, cette plante possède diverses activités biologiques puissantes (Rashid et al.,2000 ; Mansoor et al., 2013). Elle a été largement investiguée et signalée comme une source riche de différentes classes des composés tels que les flavonoïdes, les terpènes, les acétylènes, les sphingolipides, les stérols et leurs glycosides (Ali et al., 2003 ; Ahmed et al.,2006 ; Mansoor et al., 2013 ).

e-1/Description botanique de Launaea nudicaulis (L) Hook F. :

Les Launaea sont des plantes à tiges rameuses, à feuilles glabres incisées en lobes qui sont eux même bordés de dents blanchâtres involucres à écailles membraneuses sur les bords. Les ligules sont jaunes, à chaines allongées, prismatiques ou un peu aplaties, à cotés trois à quartes fois plus longues que le reste de la chaine. Les hachures de la périphérie de capitule sont souvent un peu différent des autres, en particulier plus velus. C’est aux chaines périphériques que se reconnait Launaea nudicaulis (Photo 5). C’est une plante vivace avec des tige nues contenant des fleurs jaunes d'environ 2 cm de large avec un parfum doux et elle est fréquemment utilisée dans la médecine traditionnelle par les populations locales pour le traitement de la fièvre, des démangeaisons, des ulcères, les maux de dents, les éruptions d'eczéma et rhumatisme (Collenette, 1985; Bhandari, 1988; Baquar, 1989).

~ 17 ~

Synthèse bibliographique

e-2/ Position systématique de la plante Launaea nudicaulis (L) Hook F. :  Embranchement : Spermaphytes,  Sous-embranchement : Angiospermes,  Classe : Dicotyledones,  Sous classe : Gamopetales,  Ordre : Asterales,  Famille : Asteraceae ,  Genre : Launaea,  Espèce : Launaea nudicaulis (L) Hook F.  Nom vernaculaire : Reghama.

Photo 5 : Plante Launaea nudicaulis (L) Hook F. dans son biotope (Zone de Bechar ,2014). f/ Warionia saharae: Warionia saharae Benth. & Coss. est une espèce endémique de l'Afrique du Nord qui pousse au Sud-Ouest du Sahara algérien dans la région de Beni Ounif, Zousfana et Béchar (Ozenda, 1958).Il a été trouvé également dans diverses régions du Sud du Maroc (Benabid, 1994). Les feuilles de Warionia saharae sont utilisées en médecine traditionnelle pour traiter les maladies inflammatoires, les troubles gastro-intestinaux et contre la crise d'épilepsie (Bellakhdar et al., 1987; Bellakhdar, 1997 ). Des extraits bruts de cette plante ont montré des activités anti-inflammatoires et cytotoxiques contre une lignée cellulaire du cancer (cellules KB) (Hilmi et al., 2002).

~ 18 ~

Synthèse bibliographique

f-1/ Description botanique de Warionia saharae : C’est un arbuste de 5-10 dm à tronc épais, à rameaux courts portants des feuilles qui sont vertes sombres et glabres, ondulées sur les bords, contenant un latex blanc et elles sont ouvertes de petites glandes qui donnent à la plante une odeur extrêmement félie et tenace; il contient des grandes capitules (3-4cm) à bractées très nombreuses (Photo 6), larges et coriaces, les fleures sont jaunes, toutes tubuleuses, à corolle régulière ou elle est terminée par deux lèvres, à chaînes velues sarmentés d’une longue aigrette de poils rudes (Quezel et Santa,1962).

f-2/ Position systématique de la plante Warionia saharae :  Embranchement : Spermatophytes,  Sous Embranchement : Angiospermes,  Classe : Dicotyledones,  Familles : Asteraceae,  Genre : Warionia,  Espèce: Warionia saharae Benth & Coss. (Bellakhdar et al., 1991).  Nom Vernaculaire : Kabar Lemaize ou Afessas (Amezouar et al., 2012).

Photo 6: Plante Warionia saharae dans son biotope (Marouf, 2012).

~ 19 ~

Synthèse bibliographique

I-2-2/Fabaceae: La famille des Fabacées regroupe des plantes dicotylédones à intérêt économique mondiale. Elle compte des espèces alimentaires, fourragères et ornementales. Le caractère commun entre les espèces appartenant à ce groupe est la présence de fruit ou gousse bivalve. Anciennement est connu sous l’appellation de légumineuses, ce groupe est considéré -après les Astéracées- comme étant la seconde famille des Eudicots. Ollet (1992), affirme que les espèces des Fabacées sont cosmopolites et que la famille a des représentants dans tous les types biologiques. Dans d’autres citations, la notion de superfamille est remplacée par celle d’ordre, par conséquent l’ordre des légumineuses se répartit en trois familles dont la plupart sont des espèces fixatrices d’azote et qui ont une importance sur le plan économique (Hopkins, 2003).D’autre part, Guignard et Dupont (2004) signalent que les fabacées forment une super famille, divisée à son tour en trois familles ; les Faboidées, les Césalpiniacées et les Mimosacées.

Le genre Acacia comprend environ un millier d’espèces (Ozenda, 2000). Ce sont des espèces tropicales et subtropicales. Une seule espèce Acacia raddiana vit au Sahara septentrional alors qu’Acacia raddiana et Acacia ehrenbergian peuplent le Sahara central caractérisant ainsi la « savane à Acacia-Panicum ».

I-2-2-1/Position systématique des Fabaceae : Le nombre d’espèces, selon Vassal (1993), varie de 1300 à 1400 et ce sont pour la plupart Australiennes. Concernant les espèces Africaines, Le Floc’h et Grouzis (2003) signalent l’existence de 155 taxons spontanés du genre Acacia, reconnus par Lock (1989) en Afrique. Elles sont essentiellement adaptées aux conditions de l’environnement aride et semi-aride, spécialement le déficit hydrique (Campa et al., 2000). Selon la classification de Cronquist (1981) : Division : Magnoliophyta ; Classe : Magnoliopsida ; Sous-classe : Rosidae ; Ordre : Fabales ; Famille : Fabaceae (Lindl., 1836), Synonymes : Leguminoseae, Papilionaceae.

~ 20 ~

Synthèse bibliographique

a/Acacia tortilis subsp. raddiana (Savi) Brenan : Acacia raddiana Savi, Acacia fasciculata, fait parti des Mimosacées, ayant comme synonyme Acacia tortilis (Forsk.) Hayne ssp. raddiana (Savi) Brenan, (Arbonnier, 2002). Avant d’être classer comme espèce indépendante, l’Acacia raddiana était considérée comme variétée ou sous-espèce de l’Acacia tortilis est appelée « ombrella tree » à cause de la forme de sa couronne, avec la distinction des sous espèces correspondant à des zones écologiques différentes :  Acacia raddiana subsp. tortilis, Sahel, Moyen Orient,  Acacia raddiana subsp. raddiana (Savi) Brenan var. pubescens, Soudan, Moyen-Orient, Sahel,  Acacia raddiana subsp. spirocarpa (Hochst.) Brenan var. spirocarpa, Afrique de l’Est, Soudan,  Acacia raddiana subsp. spirocarpa (Hochst.) Brenan var. crinita,  Acacia raddiana subsp. heterocantha (Burch.) Brenan : Afrique du Sud. a-1/ Description botanique d’Acacia tortilis subsp. raddiana (Savi) Brenan : Selon Dommergues et al. (1999), le nom de l’arbre Acacia raddiana a pris son origine du nom du botaniste Florentin Giuseppe Radd (1770-1829). L’Acacia raddiana se différencie des autres Acacias par l’existence des épines stipulaires brunes mesurant 1.5 à 2 cm. L’espèce Acacia raddiana forme des peuplements caractéristiques des zones arides et semi arides associée à Pistacia atlantica, constituant ainsi une formation caducifoliée de type prédésertique ou pré-steppique (Quezel et Medail, 2003). Acacia tortilis subsp raddiana est un arbre qui peut atteindre une hauteur de 18 m (Photo 7), à cime large et plate et à tronc pouvant atteindre un mètre de diamètre (Monod,1974). Les feuilles alternes sont de type composés bipennés. Elles sont formées d’un rachis, qui porte 5 à 15 paires de folioles. À la base du pétiole de longueur de 10 à 15 mm, deux stipule épineuses blanchâtres connées se présentent avec des glabres et divariquées longues de 2 à 4 cm (Maire, 1987). L’inflorescence est un glomérule coloré d'un blanc crème, de 4 à 10 mm de diamètre (Photo 7). Elles sont disposées au sommet d’un pédoncule long de 15 à 30 mm.

~ 21 ~

Synthèse bibliographique

Ces pédoncules peuvent être groupés par 2 ou 3, à l’aisselle des feuilles. Les fleurs sont pentamères, sessiles et peu odorantes. Elle contient jusqu’à 12 graines ovales, brunes, lisses et plus ou moins luisantes. Le système racinaire est de type pivotant et il est bien développé, ce qui permet à l’arbre d'atteindre des couches des sols profonds (Maire, 1987 ; Fennane et al., 2007 ). a-2/ Position systématique de la plante Acacia tortilis subsp. raddiana (Savi) Brenan :  Embranchement : Spermatophytes,  Sous-embranchement : Angiospermes,  Classe : Dicotyledones,  Sous classe : Residees,  Ordre : Rosales,  Famille : Fabaceae,  Sous famille : Mimosaceae,  Genre : Acacia,  Espèce : Acacia tortilis subsp. raddiana (Savi) Brenan  Nom vernaculaire : Attalh.

Photo 7 : Aspect général d’Acacia tortilis subsp. raddiana (Savi) Brenan dans la région de Béchar (Zone de Bechar,2015).

~ 22 ~

Synthèse bibliographique

I-2-3/ Brassicaceae:

La famille des Brassicacées, anciennement nommées Crucifères, est une importante famille de plantes dicotylédones, généralement ce sont des herbacées, très rarement sous-arbrisseaux ou arbustes, annuelles, bisannuelles ou vivaces, rarement ligneuses, parfois succulentes ou épineuses. Cette famille a été distinguée fort anciennement. Elle se caractérise par une organisation florale très homogène (Quezel et Santa, 1963 ; Ozenda, 1977). En classification classique, elle comprend 3200 espèces réparties en 350 genres (Ongilagha et al.,2004). En Algérie, il y'a deux cent (200) espèces d'après Marouf (2012).

La famille des Crucifères ou Brassicacées est connue depuis longtemps, comme étant la famille de la moutarde, c’est une famille très importante ; elle se compose de 13-19 tribus, répartie en 350 genres et plus de 3500 espèces (Warwick et Anderson,1993; Ongilagha et al., 2003). Elle se trouve surtout dans les régions tempérées et froides (Ozenda, 1977). Ce sont principalement des plantes variables ; annuelles, bisannuelles ou vivaces (Quezel et Santa, 1963).

Le terme Crucifère signifie « qui porte une croix », c'est-à-dire la forme des fleurs dont les quatre pétales opposés se croisent pour former une croix . Les feuilles sont généralement alternées et sans stipules. La structure florale est très caractéristique de cette famille (Quezel et Santa, 1963 ; Ozenda, 1977).

2-3-1/ Position systématique des Brassicacées : (Cronquist, 1981)  Division: Spermaphyta,  Classe: Angiospermae,  Sous-classe : Dicotyledonae ou Magnoliopsidae,  Super-ordre: Dilleniidae,  Ordre: Capparales,  Famille: Brassicaceae.

~ 23 ~

Synthèse bibliographique

a/ Moricandia arvensis (L.) DC : C’est une espèce végétale abondante dans les milieux arides (Hasnaoui et al., 2006). Le genre Moricandia appartient à la famille des Crucifères (ou Brassicacées) qui comprend environ 380 genres, dont 113 se trouvent dans des pays méditerranéens, et 3000 espèces dont 625 sont méditerranéennes (Heywood ,1978). Moricandia arvensis (krom ejmal) a une propriété thérapeutique dont on lave le front avec le décocté des feuilles contre les céphalées (Cheieb et Boukhris, 1998 ; Messaoudi, 2008). Par enquête, dans les zones de Ouargla et Ghardaïa, cette espèce a été citée parmi les plantes consommées par le dromadaire et elle est utilisée pour l'engraissement des animaux (Longuo et al., 1989). a-1/ Description botanique de Moricandia arvensis (L.)DC : La Moricande, Moricandia arvensis ssp. suffruticosa, qui appartient à la famille Brassicaceae est une plante pérenne, ligneuse, à feuilles charnues, cordiformes et amplexicaules à la base (Photo 8). Les fleurs sont composées de grands pétales violets, de 15 à 20 mm de longueur. Les fleurs lilas et pâles (Pottier-Alapatite ,1981) fournissent des graines unisériées. La plante est ordinairement sous- frutescente à frutescente. Le fruit est une silique (Chaieb et Boukhris ,1998). C’est une plante très rameuse, elle se caractérise par de larges feuilles médianes et supérieures, dépassant 2 à 4 mm de large et par des graines généralement sur deux rangs dans chaque loge.

Photo 8 : Plante Moricandia arvensis (L.)DC dans son biotope (Zone de Bechar ,2012).

~ 24 ~

Synthèse bibliographique

a-2/ Position systématique de la plante Moricandia arvensis (L.)DC :  Embranchement : Spermaphyte,  Classe : Dicotyledone,  Ordre : Parietale,  Famille : Brassicaceae,  Sous famille : Brassicoideae,  Tribu : Brassicea,  Genre : Moricandia,  Espèce: Moricandia arvensis (L.) DC.  Synonyme: Brassica arvensis L.  Nom vernaculaire : krom ejmal. b/ Zilla spinosa subsp. macroptera (Coss.) Maire: Zilla macroptera, connu sous le nom vernaculaire "Boukhlala", est largement distribuée dans le Sahara algérien (Ozenda, 1991).C’est une plante médicinale saharienne utilisée par la population locale pour traiter diverses maladies. Selon les travaux antérieurs (Belboukhari et Cheriti, 2009 ; Berghioua et al., 2009 ;Berghioua et Cheriti , 2011), Zilla macroptera (Boukhlala) est utilisée essentiellement dans le traitement des troubles gastriques (Cheriti, 2000). Elle est utilisée dans le traitement des diarrhées chez les enfants, contre les maux d'estomac et comme antifongique pour traiter l'eczéma, elle est utilisée aussi pour calmer les douleurs des reins (Bellakhdar, 1997). C'est la plante de choix pour détoxiquer le foie et le pancréas. Elle combat les nausées, active le transit et purifie l'organisme. b-1/ Description botanique de Zilla spinosa subsp. macroptera (Coss.) Maire: Zilla spinosa subsp. macroptera (Coss.) Maire est la seule plante qui est caractérisée par des feuilles épineuses à cuticule très épaisse, Selon Gorenflot (1998), en air sec, la formation d’épines est exagérée et la rigidité générale de la plante augmente par la production d'une cuticule plus épaisse, plus riche en cutine et souvent revêtue d’une couche cireuse (Photo 9) . Selon Nabors (2008), la cuticule est une couche externe à la paroi d'épiderme, formée de cires et des substances lipidiques appelées cutine, permettant de limiter les pertes d’eau. Le constituant principal de la cuticule est la cutine (Hopkins, 2003). La seule plante qui possède un collenchyme est Zilla macroptera (Brassicaceae).

~ 25 ~

Synthèse bibliographique

b-2/ Position systématique de la plante Zilla spinosa subsp. macroptera (Coss.) Maire: Zilla spinosa subsp. macroptera (Coss.) Maire est un sous-arbrisseau épineux. Il se développe en région saharienne. Il existe deux classifications : selon Forssk., 1775, Division : Magnoliophyta ; Classe : Magnoliopsida ; Ordre : Capparales, Famille : Brassicaceae ; Genre : Zilla, espèce : Zilla macroptera Coss. Selon la classification APG III (2009) : Clade :Angiospermes, Dicotyledones vraies, Noyau des Dicotylédones vraies, Rosidées, Malvidées, Brassicales, Brassicaceae.

Photo 9 : Plante Zilla spinosa subsp. macroptera (Coss.) Maire dans son biotope (Zone de Bechar ,2009).

I-2-3/Amaranthaceae: Cette famille comprend une proportion des genres constitués des halophytes et xérophytes. Delbès (1955) rapporta que dans le désert Syrien, entre le golfe d'Aqaba et le golfe Persique, « diverses espèces des Chénopodiacées couvrent des surfaces considérables constituées de l’assiète ». Ce sont des grands arbustes ou petits arbres avec cylindres et branches souvent articulés, sans feuilles fortement différenciées et des caractères botaniques assez proches d’Anabasis. Ils sont fortement xéromorphes dans la structure des systèmes des racines profondes et diverses autres fonctionnalités qui réduisent la transpiration des feuilles, ils sont caractérisés par des cuticules épaisses et stomates enfoncés. Migahid (1954) a classé les xérophytes succulentes en une quinzaine d'espèces qui sont connues l'un de l’autre par leurs anatomie tel que Haloxylon tamarixifolium. Deux genres sont particulièrement importants : Anabasis et Salsola et deux autres sont à citer : Chenopodium et Haloxylon.

~ 26 ~

Synthèse bibliographique

a- Haloxylon articulata (Moq.)Bolos & Vigo : Cette plante est reconnue sous le nom vernaculaire Remth, c’est la plus utilisée en médecine traditionnelle, et elle est considérée parmi les plantes rares durant l’année, elle survive dans les sables et les régions salées, elle résiste aux conditions climatiques. Parmi les plantes vivaces existant, on cite Anabasis articulata, qui sont accompagnées des plantes annuelles de genres Erodium et dans la steppe à Haloxylon scoparium (Ozenda, 1983). a-1/ Description botanique de l’ Haloxylon articulata (Moq.)Bolos & Vigo : C’est un arbuste vivace dont sa longueur est entre 50-70 cm jusqu'à 1 mètre, son volume est grand, son diamètre varie entre 2 à 3 mètres, elle vive individuellement dans des vastes distances, ces racines sont noirs, les feuilles sont complexes et rangées en arrangement spirale, elles apparaissent sous la forme d'un palier granulaire de contrat dans les squames d'extrémité inférieure, les fleurs hermaphrodites possèdent des petites couvertures pentagonales régulières (Photo 10). a-2/ Position systématique de la plante Haloxylon articulata (Moq.)Bolos & Vigo :

 Classe : Magnoliopsida,  Ordre : Caryophyllales,  Famille : Amaranthaceae,  Genre : Haloxylon,  Espèce : Haloxylon articulata (Moq.)Bolos & Vigo  Synonymes : Haloxylon scoparium Pomp. (Ziyyat et al., 1997 ; Jouad et al., 2001; Tahraoui et al., 2007).  Nom vernaculaire : Remth.  Synonyme : Haloxylon articulatum Bonn. et Barr., H. tamariscifolium (L.) Pau.

~ 27 ~

Synthèse bibliographique

Photo 10 : Plante Haloxylon articulata (Moq.)Bolos & Vigo dans son biotope (Zone de Bechar ,2013).

I-2-4/Euphorbiaceae: La famille des Euphorbiaceae, avec 5000 à 10000 espèces sont regroupées dans près de 300 genres (Spichigera et al., 2000) ; Euphorbiaceae est l’une des familles les plus vastes que compte le sous embranchement des Angiospermes. Paradoxalement, il s’agit de l’une des moins connue du point de vue systématique. Deux explications peuvent être apportées à cet état, en raison de sa distribution, puisqu’elle est principalement localisée en des zones tropicales, mais aussi en raison de l’existence des « fleurs » chez certains de ses représentants ne facilitent évidemment en rien toute étude botanique (Webster, 1987). Parmi les plantes laticifères, on distingue la famille des Euphorbiacées qui occupe pour diverses raisons une place prépondérante. Cette famille est très riche en espèces réparties dans toutes les régions du globe, présente, aux points de vue morphologiques, chimiques et économiques de nombreuses variations (De Wildeman, 1949). Dans la médecine traditionnelle, les Euphorbiaceae sont utilisés dans de nombreuses régions dans le traitement de nombreuses affections telles que les maladies gastro-intestinales (Hernandez et al., 2003). La famille des Euphorbiaceae est connue comme cosmopolite et d’une grande diversité tant sur le plan botanique que chimique. Elle offre plusieurs plantes d’intérêt économique, (Chhabra et Mahunnah, 1994 ; Hernández et al., 2003 ; Manga et al., 2004 ; Haba, 2008).

~ 28 ~

Synthèse bibliographique

Parmi les espèces représentant cette famille dans le Sahara algérien, on distingue Euphorbia guyoniana Boiss. et Reut. , Euphorbia calyptrata et Euphorbia cornuta Pers. Ces espèces possèdent également des propriétés cicatrisantes (Esmeraldino et al., 2005), antibactériennes, antifongiques et anti-inflammatoires (Manga et al., 2004), elles sont utilisées dans le traitement de la diarrhée et contre la toux et les maux de ventre (Chhabra et Mahunnah, 1994), antioxydant, antidiurétique, et antimalarique (Chaabi et al., 2007). Cette famille est considérée comme une source des composés bioactifs (Baloch et al., 2009).

I-2-4-1/Position systématique de la famille Euphorbiaceae: (Spichigera et al.,2000).

 Embranchement : Magnoliophyta

 Classe : Dicotyledonae ou Magnoliopsida ou Rosidées selon (Spichigera et al., 2000).

 Super-ordre : Rosidae, Malviflorae selon Dahlgren (1989), Malvanae selon Thorne (1992).

 Ordre : Malpighiales ou Euphorbiales selon Cronquist (1981), Eurosides I (Spichigera et al., 2000).

 Famille : Euphorbiaceae, Engler (1896).

I-2-4-2/ Genre Euphorbia : L’Euphorbia vient du nom « Euphorbos » le médecin du roi Juba II de Mauritanie au 1er siècle avant Jésus Christ, et il est conservé par Linné (Jassbi, 2006). Avec près de 300 genres et 10000 espèces cosmopolites, les trois genres Euphorbia, Croton et Phyllanthus couvrent à eux seuls prés de la moitié des espèces de la famille Euphorbiaceae dont 1600 espèces pour le genre Euphorbia (Spichigera et al., 2000 ; Judo et Kellogg, 2002). La majorité des Euphorbes sont connues par leurs noms vernaculaires «bouhliba», qui signifie plante à sève laiteuse (Bellakhdar, 1997), car les euphorbes contiennent un suc laiteux (liquide blanc) collant et irritant appelée latex (Bruneton, 1999) .

~ 29 ~

Synthèse bibliographique

Diverses espèces d'Euphorbia sont largement distribuées dans les régions plus ou moins arides. Les types les plus distinctifs, généralement d’Euphorbia xéromorphes, sont trouvées en Afrique, bien que ces espèces sont plus fréquentes dans le désert du Karoo, ils sont également présents dans le Nord-Ouest de l'Afrique (Jahandiez, 1921).

Parmi les espèces de ce genre qui se trouvent en Algérie selon Quezel (1963) et Ozenda (1991) : E. calyptrata Cosson et DR, E. helioscopia L., E. chamaesyce L., E. nicaensis All., E. cornuta Pers. ou Euphorbia retusa, E. peplus L., E. dracunculoides Lam. ssp. flamandi (Batt), E.pithyusa L., E. dracunculoides Lam. ssp. glebulosa (Cosson et DR.), E. publescens Vahl., E. dracunculoides Lam. ssp. inconspicua (Ball.) E. sanguinea Hochst. et steud., E. echinus Hook fil. et Coss., E. sunguinea Hochst. et Steud., E. guyoniana Boiss. et Reut., E. terrciana L., E. granulata Forsk. a/Euphorbia guyoniana Boiss. et Reut : Euphorbia guyonianus tithymalus (Euphorbia guyoniana Boissier & Reuter) est une espèce endémique d’Algérie, elle est localisée dans les régions sableuses, prédésertiques et dans le Sahara septentrional. C’est une plante puissante à souche souterraine et longuement traçante d’un vert vif de 30cm à 1m de haut (Sahara-Natures, 2009). Euphorbia guyoniana Boiss. & Reut. est connue par son nom vernaculaire lebbina (Chehma, 2005).

Au dessèchement de toute la partie aérienne, la reprise de la croissance se fait durant la saison suivante à partir des bourgeons enterrés dans le sol ou au niveau du sol. Cette espèce s’adapte à la sécheresse par la réduction de la surface foliaire. En effet, les feuilles très petites, qui sont parfois absentes, diminuent la quantité d’eau perdue par transpiration (Ozenda, 1991). a-1/ Description botanique d’Euphorbia guyoniana: Elle se caractérise par des fleurs et cyathes observées de loin, on voit soit des petites boules jaunes représentant les fleurs soit des petites boules vertes sont des fruits. Les tiges sont dressées non charnues, il part du sol de nombreuses tiges. Les feuilles sont étroites et alternes se desséchant rapidement souvent absentes sur les rameaux fleuris (Photo 11). Les graines sont sans caroncules, noirâtres et munies de côtes longitudinales grises, les glandes de la cyathe sont arrondies, sans pointes (Gordon, 1997).

~ 30 ~

Synthèse bibliographique

a-2/ Position systématique de la plante Euphorbia guyoniana: D’après les classifications botaniques classiques, les euphorbiacées sont classées dans les dicotylédones et l’espèce Euphorbia guyoniana est classée de l’ordre suivant: Embranchement : Magnoliophyta, Sous-embranchement : Angiospermes, Classe : Magnoliopsida (dicotylidones), Ordre : Malpighiales, Famille : Euphorbiaceae, Genre : Euphorbia, Espèce : Euphorbia guyoniana ; Synonyme: Euphorbia guyonianus tithymlus (Euphorbia guyoniana Boissier & Reuter). Nom vernaculaire : LEBINA ; Nom Commun: Euphorbe de Guyon.

Photo 11 : Plante Euphorbia guyoniana dans son biotope (Zone de Bechar, 2015) b/Euphorbia retusa: Euphorbia retusa ou Euphorbia cornuta Pers est utilisée en Algérie (Beni-Ounif) en application sur les cils, contre le trichiasis. Le latex de la plante Euphorbia retusa Forsk est utilisé, par les populations locales, contre les verrues et pour extirper les épines. Au Maroc, on l’applique également sur les morsures et piqûres venimeuses (Bellakhdar, 1997).

~ 31 ~

Synthèse bibliographique

b-1/ Description botanique d’Euphorbia retusa: L’espèce E. retusa Pers., est une plante annuelle bleu-verte aux feuilles alternes longues, élargies en coeur à la base, elle est denticulée dans leur moitiée supérieure. La capsule est large, mesurant de 4.5 à 5 mm et présentant une constriction annulaire vers son milieu. Elle se caractérise par un caroncule de 4 à 5 côtes épaisses ; contenant des glandes à deux cornes courtes et obtuses et elles sont formées par deux lobes qui partent au dessous de la glande (Photo 12).Elle contient des graines lisses gris-bleutées (Quezel et Santa, 1963 ; Ozenda, 1991). b-2/ Position systématique de la plante Euphorbia retusa:  Embranchement : Spermaphyte,  S/embranchement : Magnoliophyta,  Classe : Magnoliopsidae,  Sous classe : Rosidae,  Famille : Euphorbiaceae,  Sous-famille : Euphorbioideae,  Tribu : Euphorbieae,  Sous-tribu : Euphorbiinae,  Genre : Euphorbia,  Espèce : Euphorbia retusa Pers.  Synonyme : Euphorbia cornuta Pers.  Nom vernaculaire : Amaya. Les botanistes (Quezel et Santa, 1963 ; Ozenda, 1991 ; Bruneton, 1996 ; Spichiger et al., 2000) s’accordent en fait à classer l’espèce Euphorbia retusa Pers synonyme de l’espèce Euphorbia cornuta.

~ 32 ~

Synthèse bibliographique

Photo 12 : Plante Euphorbia retusa dans son biotope (Zone de Bechar, 2015).

I-2-5/Plumbaginaceae : Cette famille cosmopolite est trouvée dans tous les milieux : salins, régions froides et tropicales (Watson et Dallwitz, 1992). Elle comprend des plantes herbacées ou des arbustes, parfois des plantes grimpantes et des lianes. Leurs feuilles sont simples, glanduleuses, sans stipules, en rosette basales, ou alternes sur les tiges aériennes. Les inflorescences sont en racèmes, en cymes ou en capitules denses. Les fleurs sont actinomorphes, hermaphrodites, tétracycliques et penta-mères. Les Plumbaginacées comportent 775 espèces, qui sont regroupées en 18 genres reconnus: Acantholimon, Aegialitis, Armeria, Bamiana, Buciniczea, Cephalorhizum, Ceratostigma, Chaetolimon, Dictyolimon, Dyerophytum, Eremolimon, Ghasnianthus, Goniolimon, Ikonnikovia, Limoniastrum, Limoniopsis, Limonium, Meullerolimon.

2-5-1/Position systématique de la famille Plumbaginaceae : C’est la seule famille de l'ordre des Plumbaginales qui a été pendant longtemps classée près des Primulacées car elle possède des caractères communs (des étamines épipétales). Les Plumbaginaceae ont des graines à périsperme, ce qui est une de leurs caractéristiques. Ils sont réparties en 12 genres pour 350 espèces ; beaucoup de cosmopolites mais surtout au pourtour méditerranéen et les déserts et montagnes d'Asie. En systématique, il existe deux tribus : Plumbaginées sont caractérisés par des feuilles entières et inflorescences en grappe ; Limoniées possèdent des feuilles presque toutes en rosette à la base.

~ 33 ~

Synthèse bibliographique

Classification de Cronquist (1981) :  Division : Magnoliophyta,  Classe : Magnoliopsida,  Sous-classe : Caryophyllidae,  Ordre : Plumbaginales ;  Famille : Plumbaginaceae (Juss, 1789). a/ Ceratolimon feei (Girard) Crespo & Ledo: Cette espèce xérophyte est réputée pour sa forte résistance aux conditions climatiques extrêmes. C’est une plante grasse qui sécrète des sels (Stocker, 1974). Genre Limoniastrum est un sous-arbrisseau ; se caractérise par des feuilles engainantes à la base avec une couleur blanche-grisâtre ; il possède une inflorescence en panicule, assez cassante. a-1/ Description botanique de Ceratolimon feei (Girard) Crespo & Ledo: Il s’agit d’une espèce dite saharo-arabique stricte (Msanda et al., 2002), qui croît dans tout le Sahara septentorial algérien et marocain (Ozenda, 2004). Il s’agit d’un arbuste bas, de 10 à 40 cm, il possède des feuilles plus longues et plates et sont serrées en rosettes au sommet des rameaux (Photo 13); il se caractérise par sa hampe florifère sans feuilles, il se termine par des inflorescences courtes, très fragiles, à fleurs entourées de bractées coriaces épineuses et d’un rouge violacé (Ozenda, 2004). a-2/ Position systématique de la plante Ceratolimon feei (Girard) Crespo & Ledo:  Division : Magnoliophyta,  Classe : Magnoliopsida,  Sous-classe : Caryophyllidae,  Ordre : Plumbaginales,  Famille : Plumbaginaceae,  Genre : Ceratolimon  Espèce : Ceratolimon feei (Girard) Crespo & Ledo  Nom vernaculaire: MLEFET LKHADEM.

~ 34 ~

Synthèse bibliographique

Photo 13 : Parties aériennes de la plante Ceratolimon feei (Girard) Crespo & Ledo (Zone de Lahmar,2014).

I-2-6/Solanaceae: Les Solanaceae sont des plantes herbacées ou ligneuses, frutescentes ou sub- arborescentes. Elles sont couvertes de poils ramifiés, contiennent des alcaloïdes du groupe des stéroïdes, en particulier de la nicotine et elles possèdent un phloème interne. Cette famille est morphologiquement très proche des Scrophulariaceae ; à l’inverse, Capraria est semblable à une Solanaceae ; d’autre part, les Verbascum faisaient autrefois partie des Solanaceae. Cependant, les Solanaceae se distinguent des Scrophulariaceae par la présence d’un phloème interne et des carpelles dont la structure est en diagonale. Différents genres des Solanacées sont connus pour leur teneur en alcaloïdes et peuvent être réunis en deux groupes : l'un est formé des Atropa, Datura, Hyoscyamus, etc., il est caractérisé par la présence des alcaloïdes à action parasympatholytique, l'autre comprenant surtout les espèces de Nicotiana plus ou moins riches en nicotine. Dans le premier groupe, divers Hyoscyamus sont des plantes propres à certains déserts. L’Hyoscyamus muticus est indigène en Egypte, au Moyen-Orient, en Arabie, en Iran et en Inde. D'après Drar (1955), c'est la seule plante sauvage des déserts égyptiens qui ait une valeur commerciale justifiant son exportation.

~ 35 ~

Synthèse bibliographique

I-2-6-1/Position systématique de la famille Solanaceae: Ce sont des plantes intéressantes économiquement (légumes) contiennent des alcaloïdes, elles sont donc toxiques, vénéneuses mais rentrent dans la pharmacologie ; elles contiennent 95 genres et 2500 espèces ; la plupart des espèces se trouvent dans les régions tropicales,quelques unes en zone tempérée. On les trouve aussi dans les pays d'Amérique centrale, où il y a jusqu'à une quarantaine d'espèces endémiques. A ce titre, elle a été étudiée par Fahmy (1936) et par Saber et Balbaa (1954). Ces études pourraient servir de modèle pour les plantes médicinales des déserts et elles sont très instructives pour l'ensemble des problèmes que posent ces plantes. Les Solanacées étaient autrefois classées en:  Tribu : Solanae se caractérise par un ovaire à deux loges dont il s’agit des genres Lycium, Physalis, Capsicum, Solanum, Lycopersicon , Mandragora, Atropa, Hyocyamus.  Tribu : Datureae est caractérisé par un ovaire à quatre loges et contient les genres Datura et Solandra. Selon la Classification de Cronquist (1981) : Division : Magnoliophyta, Classe : Magnoliopsida, Sous-classe : Asteridae, Ordre : Solanales, Famille : Solanaceae Juss. (1789)

a/ Datura stramonium : La signification du mot Datura vient de l'arabe, tatorah qui désigne "racine qui pique".c’est une plante très toxique. Elle différe des Brugmansia par l'orientation de la fleur et par le fait que c’est une plante herbacée et non un arbuste. Le genre Datura possède neuf à vintg cinq espèces. Il y a quelques espèces au fruit charnu Datura Stramonium (stramoine, datura, pomme épineuse). On les plante avec les pommes de terre, pour tuer les doryphores. La plante est originaire d'Asie, mais D. stramonium est cultivée dans les états unies d’Amérique et en Europe, avec le but d'obtenir un médicament de puissance uniforme. Datura stramonium a fait l’objet d’analyse des paramètres de variation des teneurs en alcaloides (Lardinois et al., 1988; Polygenis-Bigendako et Lejoly, 1989 ), en vue de l’utilisation de l’hyoscyamine (atropine) comme antispasmodique dans des médicaments antidiarrhéiques.

~ 36 ~

Synthèse bibliographique

a-1/ Description botanique de Datura stramonium: Elle possède des feuilles très grossièrement dentées, glabres et se caractérise par un calice pentamère vert et corolle blanche avec des lobes aigus, plus ou moins plissés. La corolle est dressée comme un entonnoir.Elle contient de l'atropine, de l’hyosciamine, une forte proportion de scopolamine qui est un antispasmodique. Les fleurs sont en trompette et elle contient un ovaire bicarpellé, mais avec quatre loges. Il existe deux capsules avec de nombreuses graines qui s'ouvrent par quatre valves. D. stramonium L. est glabre ou farineux annuelle, habituellement de 1 m d’hauteur. La tige est dressée avec des branches étalées; les feuilles sont vertes pâles, ovales ou triangulaires-ovales mesurant de 12 à 15 cm (Photo 14) . Les fleurs sont grandes longues et irrégulièrement dentées et elles peuvent atteindre de 8 à 20 cm. Les graines sont nombreuses et réniformes. D. stramonium préfère un sol riche en calcaire. Elle peut être cultivée à partir des graines semées au printemps, en profondeur de 10 cm. Les plantes sont ensuite éclaircis et reposées à 30 cm (Dutt, 1928).

Photo 14 : Parties aériennes de la plante Datura stramonium (Zone de Bechar ,2014).

~ 37 ~

Synthèse bibliographique

a-2/ Position systématique de la plante Datura stramonium: Selon la classification de Cronquist (1981) : Division : Magnoliophyta, Classe : Magnoliopsida, Ordre : Solanales, Famille : Solanaceae, Genre : Datura, Espèce : Datura stramonium L., . Nom vernaculaire : HEBALA. b /Hyoscyamus muticus L. ssp. falezlez (Coss.) Maire: Parmi les espèces qui dominent les regs argilo-sableux Hyoscyamus musticus et Zygophyllum album (Ozenda, 1983). H. muticus est indigène en Egypte, au Moyen- Orient, l'Arabie, l'Iran et l'Inde et selon Drar (1954), c’est la seule plante sauvage dans les déserts égyptiens de valeur commerciale suffisante pour justifier son exportation. Elle se rencontre également à l'Est de Kaboul et dans le Sind (Pakistan-Occidental). La drogue provient surtout des plantes sauvages d'Egypte, elle est exportée dans divers pays en vue de l'extraction des alcaloïdes. b-1/ Position systématique de la plante Hyoscyamus muticus subsp. Falezlez (Coss.) Maire: Du premier groupe, diverses espèces de Hyoscyamus sont spécifiques aux zones désertiques, l’espèce la plus typique est H. muticus L. et ses sous-espèces H. muticus falezler Marie ou H. muticus falezlez Cosson. Selon la Classification de Cronquist (1981) : Division : Magnoliophyta, Classe : Magnoliopsida, Ordre : Solanales, Famille : Solanaceae, Genre : Hyoscyamus L.,; Espèce : Hyoscyamus muticus L. , nom vernaculaire : Lbettima ou Saykran. b-2/ Description botanique de Hyoscyamus muticus subsp. Falezlez (Coss.) Maire: Le genre Hyoscyamus ou la jusquiame contient 15 espèces qui sont des plantes assez robustes de l’Afrique jusqu’en Asie en passant par le pourtour méditerranéen. C’est une plante moins riche en alcaloïdes mais toxique. Elle contient de l'hyoscyamine, qui en séchant se transforme en atropine, et surtout de la scopolamine. C'est une plante stupéfiante, analgésique et spasmolytique. On utilise ses feuilles pour soigner l'asthme. Hyoscyamus muticus subsp. Falezlez (Coss.) Maire est la plus vénéneuse. Elle se trouve en Afrique du Nord orientale, Egypte, Arabie et Perse, et même en Asie occidentale.Elle est riche en hyoscyamine, elle sert à l'extraction des alcaloïdes pour la pharmacie,elle a une couleur violette très foncée.

~ 38 ~

Synthèse bibliographique

Hyoscyamus muticus subsp. Falezlez (Coss.) Maire. se compose des feuilles séchées, sommités fleuries et plus petites tiges ; c’est une plante de désert herbacée vivace (Photo 15). Les feuilles équins sont pétiolées, ovales ou oblongues, entières ou crantées, pubescent ou assez laineux. Les fleurs inférieures sont pédicellaires; dentelées calices ; les fruits sont courtes, triangulaires, non aiguë; la corolle est jaune vif ou presque blanche et la capsule a un diamètre d'environ 6 mm (El Deeb , 1931).

Photo 15 : Plante Hyoscyamus muticus subsp. Falezlez (Coss.) Maire dans son biotope (Zone de Bechar, 2015).

I-2-7/ Asclepiadaceae (Apocynaceae): La famille asclépiade (Asclepiadaceae) comprend environ 200 genres et 2500 espèces d’arbustes et herbes vivaces, elles sont réparties à travers les régions tropiques et tempérées du monde. La famille est réputée pour les cardénolides contenant des plantes, notamment dans les genres Asclepias, Pergularia, Gomphocarpus et Calotropis (Gohar et al., 2000).

I-2-7-1/Position systématique de la famille Asclepiadaceae : Selon la Classification APG III (2009) : Clade :Angiospermes, Clade :Dicotylédones vraies,Clade :Noyau des Dicotylédones, Clade :Astéridées, Clade :Lamidées, Ordre :Gentianales, Famille : Asclepiadaceae Juss., 1789.

~ 39 ~

Synthèse bibliographique

a/Calotropis procera Ait. : Calotropis procera Ait., est un petit arbre à grande feuille, d'origine saharo- sindienne, c’est une espèce commune dans le Sahara central et méridional, en Afrique orientale et en Libye, où elle est associée au Balanites oegyptaca. En Egypte, C'est une xérophyte typique bien que peu xéromorphe. Selon Ozenda (1958), on l'emploie pour soigner la gale des chameaux et selon Pichi-Semolli (1955) on s'en sert en médecine populaire comme émétique et antidysentérique, qui fournit un latex utilisé par certains indigènes pour empoisonner leurs flèches. C’est une plante présente dans le reste du Maghreb, mais non cité en Tunisie, Il s’agissait alors d’un individu jeune (5-10 ans) de 2 à 3 m de hauteur. Elle apppartient à la famille des Asclépiadacées. a-1/ Position systématique de la plante Calotropis procera Ait.:  Embranchement : Magnoliophyta,  Sous-embranchement : Angiospermes,  Classe : Magnoliopsida,  Sous-classe : Asteridae,  Ordre : Gentianales,  Famille : Asclepiadaceae,  Genre : Calotropis,  Espèce: Calotropis procera (Ait.),  Nom vernaculaire: KRANKA, ACHAR,  Synonymes: Asclepias procera Aiton, Hort. a-2/ Description botanique de Calotropis procera Ait. : C’est arbuste de 2 à 2,50 m de hauteur, portant des fleurs odorantes de couleur rose, tachetées de pourpre (Photo 16). Contrairement à ceux de Calotropis gigantea, les pétales de cette espèce sont plus ou moins dressés. Elle se développe en Inde occidentale et centrale, l'Iran et l'Afrique tropicale. Le latex de C. procera contient du caoutchouc, et le coagumul des résines. Les rameaux sont finement pubescents et glauques. Les feuilles sont opposées, sessiles, plus ou moins succulentes, vertes glauques sur le dessus et grises-verdatres en- dessous, elles sont largement obovales ou oblongues, au sommet arrondi ou en coin court, à base cordée. Les fleurs sont de couleur blanc-vert et violette, de 2 à 3 cm de diamètre, à cinq pétales. Les fruits se présentent sous forme de gros follicules renflés, ovoïdes, de la taille d’une mangue, verts, mous et remplis d’air (Arbonnier, 2002).

~ 40 ~

Synthèse bibliographique

La graine est aplatie, surmontée à un bout d’une touffe des soies blanches. La floraison se fait toute l’année, aussi bien en saison sèche qu’en saison des pluies. La reproduction se fait par les graines (Nacoulma, 1996).

Photo 16 : Partie aérienne de la plante Calotropis procera Ait (Zone de ABADLA,2014).

b/ Pergularia tomentosa L. : Pergularia tomentosa L., communément appelé Ghalqa en Algérie, est un arbuste vivace à propos de 50-60 cm de haut, atteignant 1 m dans des bonnes conditions (Doaigey,1991; Abiola et al., 1993 ). C’est une espèce saharo-arabique, la plante est assez fréquente et pousse souvent en buisson isolé, aussi bien en altitude sur le plateau qu’au pied des falaises. On la trouve dans les Oueds sablo argileux mais aussi sur les Regs (Chopra, 1958). Pergularia paraît avoir une action stimulante généralisée sur les muscles à réactions involontaires, lisses ou striés et elle augmente sensiblement la tension artérielle. Elle accroît la tonicité et les mouvements de la vessie (Dutta et Ghosh, 1947).

~ 41 ~

Synthèse bibliographique

b-1/ Position systématique de la plante Pergularia tomentosa L: L’espèce Pergularia tomentosa appartient à l’embranchement des Spermaphytes, au sous-embranchement des Angiospermes, à la classe des Magnoliopsida, à la sous- classe des Rosidae, à l’ordre des Gentianales et à la famille des Asclepiadaceae. Genre : Pergularia, synonymes: Daemia cordata (Forssk.) et Daemia tomentosa (L.) (Parrotta ,2001). Noms vernaculaires arabes: El ghalga, Taiz, Al Dhalaa, Abyen, Yafea, Lahj , Hadhramaut , Sa’dah, Marib, Soqotra,Tazirt. b-2/ Description botanique de Pergularia tomentosa L : Cet arbrisseau vivace, qui peut atteindre jusqu’à 1 m, aperçoit des jeunes rameaux volubiles s’enrouler autour des plus anciens, lui donnant un aspect touffu. Des poils courts recouvrent toute la plante et en particulier ses feuilles opposées, de couleur vert amande et en forme de cœur (Photo 17). Les inflorescences, en grappes abondantes au bout de longs pédoncules, sont de couleur blanche jaunâtre. Les fruits sont composés de deux follicules, portent des petites pointes et à maturité, laissent échapper des graines à aigrettes blanches (Ozenda, 1991).

Photo 17 : Partie aérienne de la plante Pergularia tomentosa L

(Zone d’ABADLA, 2015).

~ 42 ~

Synthèse bibliographique

I-2-8/ Capparidaceae : Cette famille peu nombreuse n'est représentée dans les zones arides que par deux espèces non réellement médicinales mais ayant cependant un intérêt certain pour la santé de l'homme et des animaux. La flore méditerranéenne accueille des représentants des familles subtropicales ou tropicales que les contrées tempérées, ne soupçonnent même pas, et parmi elles celles des capparidacées (Paccalet, 1981). En Algérie, le câprier n’est pas ou peu cultivé, mais la population rurale algérienne a tissé des liens solides avec cette plante, car elle présente de nombreuses propriétés thérapeutiques qui sont décrites minutieusement lors des enquêtes locales. Les boutons floraux des câpriers contiennent de la rutine qui est très utilisée dans l’insuffisance veineuse (Khanfar et al., 2003).

I-2-8-1/Position systématique de la famille Capparidaceae : Selon la Classification de Cronquist (1981) :  Division : Magnoliophyta,  Classe : Magnoliopsida,  Sous-classe : Dilleniidae,  Ordre : Capparales,  Famille : Capparidaceae Juss. (1789). a/Capparis spinosa L. : Le genre Capparis appartient à la famille Capparidaceae (Inocencio et al., 2006). Les espèces sauvages de Capparis se trouvent dans les pays méditerranéens s'étendant vers le Grand Sahara en Afrique du Nord et dans les régions sèches de l'Asie occidentale et centrale. Il existe de nombreuses espèces de câpres importants représentés par Capparis spinosa ; la plupart de ces espèces sont utilisées comme nourriture gastronomique dans certains pays (Tlili et al., 2011).

Capparis spinosa L., dont on utilise les boutons floraux ou câpres comme condiments qui sont recherchés pour leur saveur spéciale due à une essence sulfurée. En raison de ses divers particularités économiques, écologiques et médicinales, C. spinosa se classe parmi les espèces les plus importantes du genre Capparis.

~ 43 ~

Synthèse bibliographique

Tlili et al. (2010) ont examiné l’ethnopharmacologie, phytochimie et pharmacologie du câpre. Il a été décrit dans de nombreuses régions dans le monde entier pour le traitement de nombreuses affections (Tlili et al., 2011). Des techniques de culture modernes ont été appliquées pour en faire un produit commercial (Suleiman et al., 2009). a-1/ Position systématique de la plante Capparis spinosa L.: Selon la classification d’Emberger (1960), la systématique du câprier est la suivante :  Capparideae : tribu de Capparidaceae,  Capparidineae : sous-série de Rhoedales comprenant les capparidaceae et les cruciferae.  Capparidaceae : Famille,

 Capparidoideae : sous famille de Capparidaceae,

 Genre : Capparis L.

 Nom vernaculaire : Kabbar ou Kabbar Sid Echeikh. Touloulout, khrounbeiza selon Trabut (1935).

 Nom en français : Caprier.

a-2/ Description botanique de Capparis spinosa L. : Le câprier est un sous-arbrisseau à tiges couchées portant des feuilles ovales et des stipules épineux. C'est une espèce saharo-Indienne des régions arides et elle est abondante sur les rochers du Sahara (Ozenda, 1958) mais très répondue aussi au Maroc, en Tunisie et en Algérie . D'autres espèces de Capparis fournissent également des câpres de consommation locale. Capparis spinosa est un arbuste sous-frutescent à feuilles caduques, « à tronc » ligneux, d’une hauteur qui se situe entre 50 et 80 cm pour les individus les plus vieux (Photo 18), et sur lesquels se développent, à partir des bourgeons de la partie basale. Il renferme de nombreux rameaux annuels, lignifiés uniquement à leur base, et pouvant atteindre, pour ce qui est des plantes cultivées, jusqu’à 3m. Le port peut être érigé, suspendu ou étalé rampant ; à ce sujet, les travaux de la flore italienne de Pignatti (1982) reprisent dans ceux de Barbera (1991), le décrivent comme un «arbuste à rameaux ascendants, lisses, à lapex farineux ». ~ 44 ~

Synthèse bibliographique

Photo 18 : Partie aérienne de la plante Capparis spinosa L. (Zone de Ain Sefra, 2014).

I-2-9/ Rhamnaceae : Cette famille fournit à la matière médicale diverses drogues dont l'action purgative est due à la présence d'anthraglucosides dans les écorces de Bourdaine et de Cascara sagrada (Rh. purshiana) et les fruits du Nerprun (Rh. cathartica). Certaines espèces de ce genre appartiennent à la flore des régions arides ou semi-arides. C'est le cas pour les Rhamnus de Palestine: Rh. palaestina Boiss. (Mouterde, 1953). I-2-9-1/Position systématique de la famille Rhamnaceae : Selon la Classification de Cronquist (1981) :  Division :Magnoliophyta,  Classe :Magnoliopsida,  Sous-classe :Rosidae,  Ordre :Rhamnales,  Famille : Rhamnaceae Juss. (1789).

~ 45 ~

Synthèse bibliographique

a/ Zizyphus lotus subsp. Saharae (Batt &Trab.) Maire: C’est le jujubier de Tunis et de l’île de Zerbi. C’est un petit arbrisseau à feuilles courtes, ovales, obtuses et pâles en dessous. Il possède des fleurs petites, bleutées et les fruits sont roussâtres de la grosseur de la prune sauvage et la pulpe a une saveur agréable. Ce sont des drupes (Malgras, 1992). Au genre de Zizyphus. Appartiennent plusieurs espèces des régions subdésertiques mais elles sont répandues maintenant sur des grands espaces par suite du rôle qu'elles ont joué dans l'alimentation.

Chevalier (1924), qui a consacré une étude aux espèces les plus importantes, remarque qu'« elles ont pris l'aspect de plantes spontanées, tant elles sont devenues communes et tant elles se sont adaptées aux climats les plus divers que toutes les apparences, ils pourraient être des plantes endémiques ». Zizyphus lotus Lam. se rencontre dans les steppes semi-désertiques d'Afrique du Nord et en Asie (Bellakhdar et al., 1991 ; Ziyyat et al., 1997 ; Jouad et al.,2001). a-1/ Position systématique de la plante Zizyphus lotus subsp. Saharae (Batt &Trab.) Maire: Zizyphus est un genre comprenant un certain nombre d'espèces à l'origine sub- désertique, mais maintenant, ils sont réparties sur de vastes zones en raison de leur importance diététique.  Embranchement : Spermaphytes,  Sous- embranchement : Angiospermes,  Classe : Dicotyledones,  Sous-classe : Dialypetales,  Ordre : Celastrales,  Famille : Rhamnaceae,  Genre : Zizyphus,  Espèce : Zizyphus lotus subsp. Saharae (Batt &Trab.) Maire (Bellakhdar et al., 1991).  Nom vernaculaire : SEDRA.

~ 46 ~

Synthèse bibliographique

a-2/ Description botanique de Zizyphus lotus subsp. Saharae (Batt &Trab.) Maire: Ce sont des arbres ou des arbustes, généralement pourvus d'épines à feuilles souvent petites (Photo 19). Les Jujubiers communs (Zizyphus sativa Gaertn. ou Z. jujuba Lam.) sont originaires de Mongolie et du Turkestan, ils sont répandus en Asie et en Afrique du Nord, ils sont cultivés en Europe méditerranéenne et en Amérique . Tous ont des fruits comestibles et ont joué un rôle dans l'alimentation de certaines peuplades. Il suffira de signaler que Kawaguti et Kim (1940) ont mis en évidence la présence dans les graines de l'acide bétulinique qui appartient au groupe des triterpènes.

Photo 19 : Arbre de Zizyphus lotus subsp. Saharae (Batt &Trab.) Maire de la région d’Ain Sefra (2014).

I-2-10/ Caryophyllaceae: Les Caryophyllacées constituent une famille dont peu de représentants sont des plantes médicinales ou des xérophytes. Ce sont des plantes herbacées annuelles ou vivaces ; très peu d’arbres ou arbustes. Les feuilles sont réduites au pétiole dilaté et aplati, elles donnent un faux limbe à nervures parallèles. Elles sont opposées et s’insèrent sur des noeuds fortement renflés. Les fleurs sont groupées en cymes terminales, en corymbes ou en capitules. Pour les espèces gamosépales, les pétales ont un onglet avec souvent à la jonction du limbe une expansion ligulaire. Ils sont très souvent bisexués, il y a quelques espèces dioïques. Le réceptacle floral peut s’allonger entre deux verticilles. Le fruit est en général une capsule qui s’ouvre par des dents ou des valves.

~ 47 ~

Synthèse bibliographique

I-2-10-1/Position systématique de la famille Caryophyllaceae : Les Caryophyllidae regroupent 11000 espèces. Cette sous-classe se rapproche du stock ancestral. C’est une sous-classe très homogène. Elle regroupe les ordres suivants : les Caryophyllales, les Polygonales, les Chenopodiales et les Plumbaginales. Selon la Classification de Cronquist (1981) : Division : Magnoliophyta ; Classe : Magnoliopsida ; Sous-classe : Caryophyllidae ; Ordre : Caryophyllales Juss; Famille : Caryophyllaceae Juss. (1789). a/Gymnocarpos decandrus Forssk. : Gymnocarpus decandrum a la distribution la plus vaste du genre Gymnocarpus . C’est un élément floral de la région saharo-arabe, qui se trouve sur les îles Canaries, au Maroc, en Algérie, en Tunisie, la Libye et l'Egypte sur le continent africain, en Jordanie, en Syrie, en Arabie Saoudite, Oman, Iran, l'Afghanistan en Asie. La nouvelle nomenclature de cette espèce est Gymnocarpos decandrus, G. decandrum (Petrusson et Thulin, 1996).

Gymnocarpus decandrus préfère les roches et les sols pierreux sans sable: En Egypte, elle se développe "aux wadis et les pentes pierreuses" (Boulos, 1999). Moustafa et Klopatek (1995) mentionnent que Gymnocarpus decandrus est une espèce qui se développe sur les pentes des montagnes dans la région Sud du Sinaï. En Tunisie dans les "roches et Pâturages caillouteux désertiques" (Pottier-Alapetite, 1981) et en Jordanie au niveau des "pentes pierreuses et Wadi Araba » a-1/ Position systématique de la plante Gymnocarpos decandrus Forssk. :  Embranchement : Magnoliophyta (Mackee,1994) ;  Classe : Magnoliopsida ;  Ordre : Caryophyllales ;  Famille : Caryophyllaceae Juss.  Genre : Gymnocarpos.  Espèce : Gymnocarpos decandrus Forssk. ;  Nom vernaculaire : JEFNA ;  Synonyme : Gymnocarpon fruticosum (Vahl).

~ 48 ~

Synthèse bibliographique

a-2/ Description botanique de Gymnocarpos decandrus Forssk. : Ce sont des arbustes qui peuvent atteindre jusqu'à 50 cm. Ils ont une couleur marron-blanche grisâtre, ces tiges sont linéaires opposées ou lancéolées, succulentes jusqu'à 2 cm de longueur, ces feuilles sont entières, inflorescences grises-verdatres, d'environ 1 cm de largeur (Photo 20). Les fleurs en sommets sont terminaux et sont en petits glomérules roussâtres. Elles se caractérisent par des sépales marginés de blanc, cucullés, duveteux au sommet, ces étamines sont jaunes avec cinq sépales,elles se plantent par l’absence des corolles et possèdent cinq étamines et des stigmatisations simples (Hansen et Sunding, 1993).

Photo 20 : Partie aérienne de la plante Gymnocarpos decandrus (Zone de Boukais, 2013).

I-2-11/ Verbenaceae : Verbenaceae est connu sous le nom de la famille de teck. Elle comprend 35 genres et 1200 espèces sont trouvées principalement dans les régions tropicales et subtropicales du monde (Heywood et al., 2007). Elle est divisée en quatre tribus qui comprennent Duranteae Benth., Petreeae Briq., Verbeneae Dumort. et Lantaneae Endl (Reveal, 1999). Les espèces de cette famille sont des arbres, des arbustes et des herbes mentionnées pour les têtes, des pointes ou des grappes de petites fleurs, dont beaucoup ont une odeur aromatique (Cantino et al., 1992).

~ 49 ~

Synthèse bibliographique

Cette famille est étroitement liée à la famille des Lamiacées. Ces familles partagent de nombreux caractères, y compris des feuilles opposées, les corolles sont zygomorphes, et un ovaire bicarpellate qui est divisé en quatre loges (Wagstaff et Olmstead, 1997).

I-2-11-1/Position systématique de la famille Verbenaceae: Selon la classification de Cronquist (1981) : Division :Magnoliophyta ; Classe :Magnoliopsida ; Sous- classe :Asteridae ; Ordre :Lamiales ; Famille : Verbenaceae J.St.-Hil. (1805). a/Lantana camara L. : Lantana se compose d'environ 150 espèces, couvrant géographiquement des tropiques vers les régions subtropicales avec quelques espèces trouvées en Asie tropicale et en Afrique (Ghisalberti, 2000). Les espèces de Lantana sont utilisées dans la médecine populaire pour de nombreuses maladies et pour l'ornementation des jardins (Chowdhury et al., 2007).

D'une manière générale, les spécimens de ce genre sont très difficiles à classifier, en raison de la forme de leur inflorescence qui change avec l'âge et la couleur des fleurs. Une étude taxonomique de quatre genres de la famille Verbenaceae (Lippia, Lantana, Aloysia et Phyla) a proposé d'utiliser glycosides iridoïdes comme marqueur taxonomique pour cette famille (Rimpler et Sauerbier, 1986).

Lantana camara est un arbuste vert aromatique et il est considéré comme l'une des plantes médicinales les plus importantes du monde (Sharma et al., 2000; Srivastava et al., 2005). Elle a été largement utilisée dans la médecine traditionnelle pour le traitement du paludisme, des ulcères, de cancer, de l'hypertension artérielle, de tétanos, des tumeurs, de l'eczéma, des infections catarrhales, de la varicelle, la rougeole, les rhumatismes, l'asthme et la fièvre (Ghisalberti, 2000; Day et al., 2003; Lenika et al., 2005; Sathish et al., 2011).

~ 50 ~

Synthèse bibliographique

a-1/ Position systématique de la plante Lantana camara L. : En taxonomie, le genre Lantana est divisé en quatre sections: Lantana, Callioreas, Rhytidocamara et Sarcolippia (Schauer, 1847). Lantana est un genre d'arbuste herbacé, contenant environ 150 espèces et appartient à la famille Verbenaceae (Ghisalberti, 2000). Selon la classification de Cronquist (1981) : Division : Magnoliophyta ; Classe : Magnoliopsida ; Sous-classe : Asteridae ; Ordre :Lamiales ; Famille : Verbenaceae ; Genre : Lantana ; Espèce : Lantana camara L.; Synonymes : Lantana aculeata L. ; Lantana tiliifolia. a-2/ Description botanique de Lantana camara L. : Il peut atteindre jusqu'à 2 à 4 m de hauteur dans des conditions normales (Photo 21), mais il a la capacité de monter jusqu'à 15 m de hauteur avec le support de végétation (Day et al., 2003). L. camara est originaire des régions tropicales d'Amérique et de l'Afrique, mais maintenant, il a été introduite comme plante ornementale dans la plupart des pays à travers le monde, y compris l'Arabie Saoudit et il a été complètement naturalisé dans la plupart des régions tropicales et subtropicales du monde car il peut facilement se développer et survivre dans une variété de conditions agro-climatiques (Sharma, 1981).

Photo 21 : Partie aérienne de la plante Lantana camara (Zone de Béchar, 2013).

~ 51 ~

Synthèse bibliographique

II/Généralités sur les invertébrés: Les invertébrés représentent 95% de la biodiversité, parmi lesquels les insectes, les mollusques et les nématodes, etc. (Oetken et al., 2004).Ils sont caractérisés par une large diversité de cycle de vie et des traits d’histoire de vie (Oehlmann et Schulte-Oehlmann, 2003).

Les nématodes sont des organismes vermiformes cylindriques non segmentés occupant des niches écologiques très diverses sur la planète. Ils présentent une très grande diversité avec un nombre total d’espèces dans le phylum Nemata qui est estimé entre 4000 et 10 millions (Blaxter, 1998 ; Dorris et al., 1999; Blumenthal et Davis 2004 ; Blanchard, 2006).

Les nématodes phytoparasites (parasites des plantes cultivées), présentent eux aussi une très grande importance économique, c'est l’étude des nématodes libres, les nématodes prédateurs, les nématodes phytoparasites et les nématodes parasites d'insectes qui font l'objet de la nématologie.

Les mollusques, notamment les bivalves, sont des modèles biologiques très utilisés en écotoxicologie en tant que bioindicateurs de pollution (Thompson et al., 1999 ; Conners et Ringwood, 2000, Miller et al., 2005), car ils peuvent accumuler une quantité importante des polluants dans leurs tissus (Livingstone, 1993) par voie directe, via une contamination de la colonne d’eau ou par voie trophique, via l’ingestion des particules contaminées (algues, bactéries, parasites).

La bilharziose (ou schistosomiase ou fièvre des mollusques) est une affection parasitaire au niveau des eaux dépendantes, due à un ver plat du genre Schistosoma (S). Elle est transmise par des mollusques d’eau douce qui jouent le rôle d’hôtes intermédiaires. Parmi les nombreuses espèces des mollusques qui peuplent les milieux dulçaquicoles, un certain nombre de gastéropodes jouent un rôle déterminant dans le cycle de développement des schistosomes (Dreyfuss et Rondelaud, 2011).

~ 52 ~

Synthèse bibliographique

II-1/Caractères généraux des nématodes : Les nématodes sont des organismes vermiformes cylindriques non segmentés occupant des niches écologiques très diverses sur la planète. Ils comprennent différentes formes, libres ou parasites d'animaux ou de végétaux (Jones et al., 2011). Les nématodes (ou Némathelminthes) ; les anciens « vers ronds » forment un groupe zoologique homogène par leurs caractères anatomiques et morphologiques mais très diversifié par leurs modes de vie. Beaucoup peuplent le sol ; parmi eux, ceux qui se nourrissent des végétaux, les nématodes phytoparasites intéressent les phytiatres. Ils ont également des régimes alimentaires très diversifiés. Les espèces peuvent être parasites d'animaux (ex : Ascaris spp, Brugia spp ou Trichinella spp) ou encore prédatrices (ex : Mononchus spp). Parmi toutes les espèces de nématodes décrites sont des parasites des plantes (ex : Globodera spp, Meloidogyne spp, Heterodera spp , Pratylenchus spp, Ditylenchus spp) (Blanchard et al., 2007). Ces nématodes peuvent occasionner des dommages sur les cultures variant de négligeables jusqu’à une destruction totale. Certains nématodes vivent dans le sol et se nourrissent à la surface des végétaux , ils sont dits « ectoparasites » par exemple : Helicotylenchus, Paratylenchus. Parmi ceux- ci, certains genres de nématodes tels que Longidorus, Trichodorus ou Xiphinema, sont des vecteurs de virus. D’autres pénètrent dans les tissus et se nourrissent à l’intérieur des végétaux, ils sont dits « endoparasites ». Parmi cette catégorie de nématodes, on distingue deux sous groupes : les sédentaires et les migrateurs :  Les endoparasites sédentaires sont les nématodes les plus dommageables aux cultures, les deux principaux types étant les nématodes à kystes (Heterodera, Globodera…) et les nématodes à galles (Meloidogyne, Nacobbus). Ces derniers sont responsables des déformations importantes sur les racines.  Les endoparasites migrateurs se déplacent dans le sol et dans les tissus végétaux pour se nourrir en occasionnant des nécroses, tels que le nématode des lésions des racines Pratylenchus et le nématode des bulbes et des tiges Ditylenchus. Ils peuvent également contribuer à la propagation des maladies en créant des portes d’entrée aux parasites et pathogènes ou en tant que porteurs des champignons (ex : Pratylenchus).

~ 53 ~

Synthèse bibliographique

II-1-1/Morphologie et anatomie : II-1-1-1/ Morphologie : Les nématodes phytoprasites ou vers ronds non segmentés sont généralement de tailles microscopiques et sont libres ou parasites de plantes ou d'animaux.Ces nématodes sont extrêmement polyphages; en effet, ils s’attaquent aussi bien aux grandes cultures, qu’aux cultures maraîchères, florales et fruitières (Caryol et al., 1992 ; Cadet ,1998). Ils possèdent un stylet creux, structure ressemblant à une seringue, leur permettant de ponctionner les cellules végétales et d’y injecter des substances digestives. Ces sécrétions peuvent engendrer des mortalités, des proliférations ou des modifications cellulaires. Les nématodes parasites des plantes ou phytoparasites sont des vers microscopiques transparents, ils mesurent de 200 à 8000 μm de longueur pour un diamètre de 10 à 40 μm. Ils ne sont pas visibles à l’œil nu mais sont facilement observables à la loupe binoculaire (Figure 1).

II-1-1-2/Anatomie : Les nématodes phytoparasites possèdent, à la partie antérieure du tube digestif, un stylet perforant suivi d'un canal œsophagien aboutissant à un bulbe musculeux, pompe aspirante et refoulant. La plante, une fois est perforée par le stylet, des enzymes digestifs produits par les glandes salivaire y sont injectés par cette pompe, laquelle, ensuite, aspire le produit de la digestion et déverse dans l'intestin (Figure 2). Les dégâts directs sont avant tout un affaiblissement de la plante, parfois des déformations, décolorations, formation des galles, etc. ; les dégâts indirects consistent en aggravation des maladies aux champignons et en transmission des maladies à virus (Coyne et al., 2010).

II-2/Bases de la classification des nématodes phytoparasites : Les nématodes phytoparasites appartiennent à deux ordres, les Dorylaimides et les Tylenchides. Leur détermination au niveau de l'espèce, est du ressort d'un spécialiste. On distingue les nématodes des racines ; dont tout le cycle a eu lieu dans le sol, certains étant mobiles à tous les stades, parasites externes (Tylenchus) ou internes (Pratylenchus), d'autres sédentaires : nématodes à kystes (Heterodera, Globodera), des nématodes à galles (Meloidogyne, etc.) et des nématodes des parties aériennes, moins nombreux (Ditylenchus, Aphelenchoides).

~ 54 ~

Synthèse bibliographique

Figure 1 : Morphologie de nématode phytoparasite à kyste (Heterodera).

(Cadet ,1998).

~ 55 ~

Synthèse bibliographique

Figure 2: Anatomie d’un nématode phytoparasite au stade larvaire.

(Mateille et al., 2011).

~ 56 ~

Synthèse bibliographique

Les nématodes touchant les légumineuses appartiennent à plusieurs genres à savoir : Meloidogyne, Heterodera, Pratylenchus, Zygotenlynchus et Ditylenchus.

a- Nématodes à galles : Leurs larves pénètrent dans les racines et induisent la formation des galles (site nourricier) à l’intérieur des racines des plantes qu’elles attaquent. Elles se transforment en femelles parthénogéniques en forme de kyste. D’autres, émettent à l’extérieur une grappe d’œufs (Messiaen et Messaiea-Pagotto, 2009). Les espèces les plus fréquemment rencontrées sur fève sont : Meloidogyne incognita (Kofoid & White) et Meloidogyne javanica (Treub) (Stoddard et al., 2010).

b- Nématodes à Kyste : Les premiers stades de développement des nématodes du genre Heterodera sont analogues à ceux du genre Meloidogyne, mais seule la partie antérieure des femelles est implantée dans la racine qui se nécrose et dépérit. Par ailleurs, les œufs restent internes et les femelles se transforment en un kyste brunâtre, (Figure 3) (Messiaen, 2009). Pour la fève, c’est Heterodera goettingiana Liebs (Sillero et al., 2011).

c- Nématodes migrateurs ectoparasites et endoparasites : Sur les racines, les nématodes s’enfoncent plus ou moins profondément pour piquer les racines et les radicelles (Messiaen et Messaiea-Pagotto, 2009). La plante est attaquée par deux principaux genres de ces nématodes sont : 1) Les Pratylenchus : Pratylenchus neglectus (Rensch) , Pratylenchus thornei (Sher) et Pratylenchus penetrans (Cobb). 2) Les Zygotenlynchus : Zygotenlynchus guevarai. sur les tiges c’est Ditylenchus dipsaci. En Algérie, c’est Debray et Maupas (1896) qui furent les premiers à décrire la maladie sur fève causée par ce nématode (Volvas et al., 2011). Cette espèce comprend 30 races biologiques de morphologie similaire (Struhan et Brzerski, 1991 ; Janssen, 1994 ; Esquibet et al., 2003).

~ 57 ~

Synthèse bibliographique

Figure 3 : Représentation schématique des œufs et larves des nématodes à kyste (Messiaen et Messaiea-Pagotto, 2009).

Globodera pallida : (A) : male adulte (corps entier), (B) tête u male (partie antérieur), (C) champs latéraux de larve, (D) : tête et partie dorso-ventrale de male adulte, (E) région oesophagienne, (F) partie postérieure du male, (G) : champs latéraux d’adulte, (H) : femelles adultes ou kystes, (I) : tête et cou de la femelle, (J) : stade larvaire J2 infestant. Echelles : 1 graduation = 10 μm

~ 58 ~

A :B :C :D :E :F : G : H : I : J : Synthèse bibliographique

II-2-1/ Systématique : Dans le règne animal, les nématodes sont classés dans la section des Artiozoaires et l'embranchement des Némathelminthes (Eisenback, 1985 ; Caromel, 2004). Blaxter et al., (1998) divisent le phylum des nématodes en cinq classes et chacune d’elles inclut des espèces parasites. Les nématodes phytoparasites sont ceux qui causent plus de dégâts, ils appartiennent à l’ordre des Tylenchida. Ce dernier est classé dans la classe VI et regroupe neuf familles dont les Heteroderideae englobent les genres : Meloidogyne et Globodera (Tableau 3). Tableau 3 : Place des nématodes phytoparasites dans le règne animal (Blaxter et al., 1998) :

Règne Métazoaire pluricellulaires

Sous règne Eumetazoaire tissus différenciés en système d'organes

Subdivision Protostomien débouché oral correspond au Blastopore. Système nerveux ventral.

Super Pseudocoelomate possèdent un pseudocoelome. embranchement

Embranchement Nemathelminthe vers ronds.

Classe Nematoda pas de cils vibratiles œsophage différencié : appareil excréteur glandulaire.

Sous classes Phasmidia possèdent des phasmides. Ordre des - Phasmides Phasmides Heterodera : endoparasite avec femelle renflée parasitant Tylenchida - Stylet avec boutons basaux. de nombreuses plantes (riz, orgho - Annelation de la : cuticule. etc.). Oesophage faiblement Meloidogyne : endoparasite avec muscularisé en 3 ou 4 parties : femelle renflée parasitant plus de procorpus, bulbe médian isthme, 2000 espèces végétales. bulbe-basal. Tylenchulus : dont une espèce est - Débouché de la glande dorsale un semi endoparasite grave situé juste en arrière du stylet. des citrus. Généralement 3 cellules glandulaires.

~ 59 ~

Synthèse bibliographique

II-2-2/ Taxinomie : Dans le règne animal, les nématodes sont classés dans l'infra règne Bilateria, la division Protostomia et la sous division Ecdysozoa (Aguinaldo et al., 1997, Dunn et al., 2008), la superfamille Tilenchoidea, l’ordre Rhabditida, le sub-ordre Tylenchina, l’infra- ordre Tylenchomorpha (De Ley et Blaxter, 2001). L'analyse des étiquettes de séquences transcrites a récemment confirmé le placement du phylum Nematoda dans le super - phylum Ecdysozoa (Dunn et al., 2008).

L'une des particularités du phylum Nematoda est la multitude de fois où les modes de vie parasitaires sont apparus. Le parasitisme des végétaux serait apparu indépendamment au moins quatre fois au cours de l'évolution dans différents ordres (Davis et al., 2000).

Trois clades comportent les nématodes phytoparasites (Figure 4). Les Triplonchida (Clade 1), les Dorylaimida (Clade 2) et les Tylenchomorpha (Clade 12). Les nématodes des clades Triplonchida et Dorylaimida causent peu de dégâts directs sur les plantes mais sont des vecteurs de virus. L’infra-ordre Tylenchomorpha constitue l'ordre le plus important des nématodes phytoparasites à la fois en terme de nombre d'espèces, mais aussi en termes de dégâts causés aux plantes qu'ils parasitent ainsi que la famille Heteroderideae . Elle comprend Globodera sp.et Heterodera sp qui sont des nématodes à kyste, les Pratylenchus sp qui sont les nématodes à lésion et les Meloidogyne spp. qui sont les nématodes à galles (Bert et al., 2011).

Les lignages majeurs des parasites de plantes sont indiqués par des cadres en pointillés (Figure 4) Tylenchomorpha, Dorylaimida, Triplonchida, (Bert et al., 2011).

~ 60 ~

Synthèse bibliographique

Ecologie trophique Entomopathogène Parasites d’animaux Mycophages Parasites des plantes Bactériophages Prédateur carnivore omnivores

Figure 4 : Représentation schématique de l'évolution du phylum Nematoda, (Holterman et al., 2006).

~ 61 ~

Synthèse bibliographique

II-3/Mode de parasitisme : Les nématodes phytoparasites retrouvés à l’intérieur de l’ordre des Tylenchida ont des modes de parasitisme plus diversifiés (Sijmons et al., 1994 ; Jasmer et al., 2003). La famille des Heteroderidae comprend deux groupes : les nématodes à kystes (Heterodera spp., Globodera spp. et Punctodera spp.) et les nématodes endogènes qui comprennent le genre Meloidogyne spp. (Williamson et Hussey, 1996). Les nématodes à kyste sont des endoparasites des racines et s’alimentent en créant un syncytium au niveau du péricycle (Figure 5) (Sijmons et al., 1994; Williamson et Hussey, 1996).

2

1 7

3

6

4

5

1 :Cephalenchus- 2 :Tylenchorhynchus- 3 :Meloidodera – 4 : Meloidogyne - 5 : Heterodera 6 : Paratylenchus – 7 : Pratylenchus.

Figure 5 : Racines en coupe transversale montrant les diverses types des nématodes parasites des plantes (Seddiqi, 2000).

~ 62 ~

Synthèse bibliographique

II-4/ Cycle de vie : Le cycle de vie du nématode à kyste se divise en quatre stades juvéniles (J1 à J4) et un stade adulte (mâle et femelle) qui sont entrecoupés par quatre mues (M1 à M4) (Niblack et al., 2006). En stades J3 et J4, la femelle peut atteindre une longueur d’environ 400 micromètres (μm) et une largeur variant entre 120 à 170 μm, mais sous forme de kyste, elle atteindra une longueur variant entre 340 à 900 μm et une épaisseur de 300 à 600 μm (Agrios, 2005; Subbotin et al., 2010). La matrice des œufs produite par la femelle fécondée est gélatineuse et transparente et elle est remplie de J2 (Figure 6) (Agrios, 2005).

Figure 6 : Photographies des principaux stades et sexes de nématodes à kyste.

(A) Juvénile (J2). (B) Femelle adulte surmontée d’un mâle adulte. (C) Femelle adulte et sac des œufs gélatineux. (D) Développement de la matrice des œufs après la fécondation de la femelle (Agrios ,2005 ; Subbotin et al., 2010).

~ 63 ~

Synthèse bibliographique

II-4-1/ Les stades larvaires : Après la fertilisation des œufs par les mâles qui s’enrouleront autour de la femelle pour la féconder, l’embryogénèse débutera et se poursuivra jusqu’à l’atteinte du premier stade juvénile (J1) à l’intérieur de l’œuf (Koenning, 2004). Par la suite, toujours à l’intérieur de l’œuf, l’individu subira sa première mue (M1) et atteindra le second stade (J2). Ensuite, si les conditions environnementales sont propices, il y aura éclosion des œufs (matrice ou kystes) et libération des juvéniles (J2) qui pourront pénétrer dans les racines et développer les syncytiums. Puis, à l’intérieur de la racine, le nématode à kyste subira une seconde mue (M2) menant au troisième stade juvénile (J3) durant lequel, il y aura début de la différenciation sexuelle (Figure 7) (Niblack et al., 2006). Ce n'est qu'à la troisième mue (M3) menant à l’atteinte du quatrième stade (J4) que la différenciation sexuelle sera complétée : les femelles auront une forme de citron et les mâles seront vermiformes (Lauritis et al., 1983). C’est également à ce stade que le syncytium des mâles dégénérera marquant la fin de leur alimentation et leur départ des racines vers le sol (Agrios, 2005). À l’atteinte du stade adulte, la femelle, dont le postérieur est sorti de la racine, pourra être fécondée par un ou plusieurs mâles et produire le sac gélatineux qui supportera les œufs qui écloront quelques jours plus tard. Apparemment, si la femelle n’est pas immédiatement fécondée par les mâles, elle peut survivre et rester féconde jusqu’à deux mois en conditions optimales (Koenning et al., 2004). Elle produira jusqu’à 600 oeufs à température optimale de ponte (25 °C), de 119 à 273 seront produits dans la matrice extérieure alors qu’à l’intérieur restent de 161 à 291 œufs qui seront enkystée, (Figure 7) (Lauritis et al., 1983). Après quelques jours, les premiers kystes bruns apparaîtront et pourront former l’inoculum des années subséquentes (Agrios, 2005). Sous cette forme, les œufs seront protégés des conditions extrêmes et de la prédation par certains microorganismes du sol (Koenning et al., 2004).

~ 64 ~

Synthèse bibliographique

II-4-2/ Éclosion des œufs : Généralement les œufs contenus dans la matrice gélatineuse produite par la femelle constitueront l’inoculum de l’année en cours, alors que les œufs enkystés écloront selon des paramètres spécifiques qui reposent sur l’interaction complexe de plusieurs stimulants internes (chimiques et physiques) et externes spécifiques (humidité, température, phénologie de l’hôte, etc.) (Koenning et al., 2004; Niblack et al., 2006) ; Ainsi, ces stimulants agiront en déclenchant, retardant ou en bloquant l’éclosion en influençant les substances chimiques contenues dans les parois des œufs qu’ils soient à l’intérieur du kyste ou non (Figure 7) (Yen et al., 1995 ; Sommerville et Davey, 2002).

Le cycle de vie des nématodes à kyste est synchronisé avec la phénologie et l’état physiologique de son hôte afin d’optimiser ses chances d’infection (Perry, 1989; Perry et Moens, 2011). Ce synchronisme, qui est critique pour la survie des nématodes à kyste en absence de l’hôte, est centré sur son habileté à ne pas éclorer tant que les signaux externes ne sont pas enclenchés (Figure 8) (Perry, 1989). C’est aussi pourquoi les exsudats racinaires des jeunes plantes à floraison hâtive situés dans les phases végétatives ou reproductrices de la plante hôte stimuleront un taux d’éclosion plus élevé que les plantes situées dans des stades plus avancés (Ishibashi et al., 1973).

Ces mêmes critères, permettent ensuite de déterminer le genre et finalement l'espèce :  Forme de la tête de la femelle.  Stylet: forme, dimensions recouvrement de l'intestin par le bulbe basal.  Sclérotisation céphalique : faible, moyenne ou forte.  Ornementation de la cuticule : annelations, lignes du champ latéral.  Forme de la femelle : fusiforme ou renflée.

~ 65 ~

Synthèse bibliographique

Eclosion des J2, stimulés par les exsudats radiculaire et pénétration dans les racines

Kyste libre dans le sol rempli d’œufs en dormance Femelle à la surface de la racine

Développement des J3 à l’intérieur des racines

Femelle et les œufs

Fécondation Développement des J4 à l’intérieur des racines

Figure 7 : Cycle de vie des nématodes à kyste en stades larvaires (juvéniles et mues) Le male adulte sort de la racine (Niblack et al., 2006).

Figure 8 : Représentation schématique du cycle de développement d’Heterodera (Henry, 1972) : J2, J3, J3 : respectivement juvéniles du second, troisième et quatrième

stade.

~ 66 ~

Synthèse bibliographique

II-5/Les espèces modèles d’étude des nématodes à kyste: II-5-1/ Globodera sp. : Les nématodes à kyste du genre Globodera sont des endoparasites sédentaires qui sont responsables de la formation des sites nourriciers complexes (syncytium) dans les racines des plantes infectées (Sobczak et Golinowski, 2011). Ils sont les responsables des dégâts considérables à l'échelle de la planète sur une gamme d'hôtes quasiment restreinte aux Solanacées. Deux espèces attaquent la pomme de terre : Globodera pallida Stone (1972) et Globodera rostochiensis Wollenweber (1923) (Figure 9). Les deux espèces sont originaires de la Cordillère des Andes en Amérique du Sud (Evans et Stone, 1977). Picard et al., (2004) ont montré une grande diversité génétique des populations de G. pallida . Actuellement, les nématodes à kyste de la pomme de terre sont considérés comme des organismes de quarantaine. La production des plantes de semence de pomme de terre est uniquement autorisée dans les sols non-infectés et des mesures préventives doivent être prises (Chauvin et al., 2008). La lutte chimique, qui est actuellement la plus efficace contre ces organismes, est de plus en plus contestée en raison des effets polluants des nématicides sur l’environnement (Blanchard et al., 2007). De plus, ces pesticides ne sont pas sélectifs contre un seul type de pathogène et ils sont souvent utilisés à des doses nettement supérieures à celles utilisées contre les insectes.

II-5-2/ Heterodera sp.: Les nématodes à kystes des céréales et des graminées Heterodera forment l’un des plus importants groupes de nématodes avec onze espèces décrites (Wouts et Sturhan, 1995; Subbotin et al., 1999). Heterodera avenae est l’espèce la plus commune et la plus répandue dans le monde. Heterodera avenae a été aussi décelée dans différents pays d’Afrique du Nord: en Algérie (Scotto la Massèse, 1961; Lamberti et al., 1975; Mokabli et al., 2001), au Maroc (Franklin, 1951; Rammah, 1994) et en Tunisie (Delanoue, 1953; Ritter, 1959; Sikora,1988; Kachouri et B’Chir, 1997).

~ 67 ~

Synthèse bibliographique

Etat normal Infectée

Larve

Male Femelle

Les œufs

Racines lavées

Kystes

Figure 9: Diagramme de cycle de vie des nématodes dorés Globodera rostochiensis Wollenweber

(1923) (Stone, 1973).

~ 68 ~

Synthèse bibliographique

II-6/ Gamme d’hôtes, dégâts et symptômes : Les différentes espèces de nématodes à kyste sont relativement spécifiques à l'hôte. Les espèces du genre Globodera ont une gamme d’hôte limitée à quelques espèces de la famille des Solanacées (Mugniéry et al., 2001). Ainsi, G. pallida et G. rostochiensis qui sont surtout dommageables dans les régions à climat tempéré, elles attaquent les racines de la pomme de terre et provoquent le même type de dégâts. Ils colonisent les racines et induisent une réduction du système racinaire, limitant ainsi l’absorption de l’eau et des minéraux. Ces symptômes sont similaires à ceux induits en cas de stress hydrique, de carence minérale ou d’excès de désherbant sur la culture de pomme de terre (Mugniéry, 1996). En cas de forte infestation, le rendement peut être inférieur à la quantité des tubercules plantés et les larves en diapause, protégées par l’enveloppe du kyste, peuvent rester viables jusqu'à 15 à 20 ans dans le sol.

II-7/ Identification morphobiométrique : La cuticule d’un nématode est transparente, permettant ainsi l’observation des organes internes à l’aide d’une loupe binoculaire équipée d’un éclairage diascopique. Les organes visibles sont principalement ceux du système digestif et ceux du système reproducteur. L’appareil digestif comprend le stylet, l’œsophage et l’intestin qui débouche à l’extérieur par l’anus. L’œsophage qui occupe la partie entre la base du stylet et l’intestin est constitué de 3 parties (Figure 10) : le procorpus antérieur, le bulbe médian similaire à une pompe aspirante (très visible chez certaines espèces comme les Aphelenchoides) et les glandes œsophagiennes qui produisent les enzymes digestives. Le reste du corps est occupé par l’intestin et l’appareil reproducteur (Baldwin et Mundo- Ocampo , 1991). Chez la femelle, l’appareil reproducteur comprend un ou deux ovaires, l’utérus avec les œufs et le vagin qui débouche à l’extérieur par la vulve (Figure 10). La position de la vulve par rapport à la tête est un des critères essentiels de différenciation entre les genres (Taylor ,1968). Chez le mâle, la gonade est allongée et tubulaire et s'étend sur plus de la moitié du corps. Les mâles possèdent deux pièces rigides et mobiles, appelées spicules utilisées lors de la copulation. La forme des spicules peut aider à l’identification de certaines espèces de nématodes (Wouts et Baldwin ,1998).

~ 69 ~

Synthèse bibliographique

Figure 10 : Schéma général d’un nématode phytoparasite (Wouts et Baldwin ,1998).

II-7-1/ Identification des genres : L’identification des genres est basée sur des caractères morphologiques observables à la loupe binoculaire tels que : la taille et la forme du nématode, la présence et la forme du stylet et des boutons basaux, la position de la vulve, le recouvrement intestinal par les glandes œsophagiennes, la forme de la queue, de la tête… (Figure 11).

~ 70 ~

Synthèse bibliographique

Figure 11 : Forme des kystes (d’après Baldwin et al.,1997).

Les kystes peuvent être regroupés d’après leur forme, en 4 catégories:

1- sphérique (exemple Globodera sp.)

2- ovoïde (exemple Punctodera sp.)

3- citriforme avec cône peu proéminent (exemple Heterodera cruciferae)

4- citriforme avec cône proéminent (exemple Heterodera schachtii)

II-7-2/ Identification spécifique : L’identification des espèces de nématodes par morphobiométrie est réalisée à l’aide d’un microscope équipé d’un dispositif de mesure étalonné (lentille micrométrique, tube à dessin ou logiciel de mesure) ; Par exemple Globodera pallida et G. rostochiensis sont deux nématodes de quarantaine. Ces deux nématodes sont des parasites obligatoires spécifiques des Solanées et de la pomme de terre en particulier ; elles sont originaires des Andes et notamment du Pérou (Picard et al., 2004), ils ont été largement disséminés via la diffusion de la culture de pomme de terre et ils sont aujourd’hui présents sur tous les continents.

Elles sont protégées à l’intérieur d’un kyste (Photo 22), forme de conservation de ces parasites, les larves peuvent survivre dans le sol pendant une dizaine d’années en absence de plante hôte (Wright et Perry, 2006).

~ 71 ~

Synthèse bibliographique

Photo 22 : Représentation des nématodes à kyste sur des racines

(Agrios ,2005).

II-7-3/ Organisation des fenêtres anales et vulvaires : Cette zone est située à l’extrémité du cône vulvaire ou pour les kystes sans cône est à l’opposé de la tête, elle comprend l’anus et la vulve à laquelle sont rattachées diverses structures (Figure 12, Figure 13).

~ 72 ~

Synthèse bibliographique

Figure 12 : Structure du cône vulvaire d’un Heterodera (Baldwin et et Mundo-Ocampo ,1991).

Figure 13 : Zones périnéales de kystes (d’après Baldwin et Mundo-Ocampo, 1991).

1 : Zones vulvaire et anale circumfenestrées (Punctodera)

2 : Zone vulvaire circumfenestrée et absence de fenêtre anale (Globodera et

Cactodera),

3 : Zone vulvaire bifenestrée (Heterodera),

4 : Zone vulvaire ambifenestrée (Heterodera). ~ 73 ~

Synthèse bibliographique

II-8/Caractères généraux des mollusques : Les gastéropodes sont une classe de mollusque caractérisée par la présence d’une seule coquille habituellement spiralée comme celle des escargots (Figure 14). Les gastéropodes avec un opercule (prosobranches) ont une tolérance moyenne à la pollution, et ceux sans opercule (pulmonés) sont considérés comme tolérants (Clarke, 1981 ; 2010).

Les mollusques sont présents dans la plupart des milieux d’eau douce africains. Ils se distinguent des autres organismes aquatiques par la présence d’une coquille calcaire constituée d’une seule pièce chez les gastéropodes. Ils sont également sensibles aux conditions du milieu dans lequel ils vivent (Lévêque et al., 1988). Les mollusques en général et plus particulièrement les pulmonés qui jouent un rôle important dans la transmission des parasitoses humaines et animales, ont souvent été mieux étudiés que les autres invertébrés. Il n’en reste pas moins que de nombreux problèmes d’ordre systématique, biologique et écologique sont encore à résoudre (Durand et Lévêque, 1980).

II-8-1/Morphologie et anatomie : II-8-1-1/ Morphologie : La taille dépend de l'âge du mollusque. L'enroulement des spires se fait vers la gauche (coquille dite senestre) avec l'ouverture située à gauche du grand axe vertical. La couleur varie du blanc au brun foncé (Lévêque et al., 1988). La coquille des bulins est composée de carbonate de calcium, elle est constituée d’une seule pièce ovalaire, globuleuse, plus haute que large et cylindrique chez les groupes africanus et truncatus. Le corps est mou et segmenté, il est rattaché à la coquille au moyen d’un muscle vigoureux. Il présente trois grandes régions : (Figure 14).  La tête,  Le pied,  La masse viscérale.

~ 74 ~

Synthèse bibliographique

Figure 14 : Représentation schématique d’un mollusque d’eau douce (Clarke, 2010).

Les mollusques d’intérêt médical et vétérinaire sont protégés par une coquille dont la morphologie sert encore de base pour la spéciation. La classe des gastéropodes comporte deux sous-classes incluant les espèces hôtes intermédiaires de la bilharziose : pulmonés qui sont caractérisées par l’hermaphrodisme et l’absence d’opercule et de branchie. Ils respirent par une chambre pulmonaire, ce qui leur impose un contact fréquent avec l’air atmosphérique. Ils sont sensibles au dessèchement. La coquille, la forme des dents (radula), et la morphologie de l’appareil génital servent de base pour la spéciation (Lévêque, 1980; Dreyfuss et Rondelaud, 2011). II-8-1-2/Anatomie des gastéropodes : La coquille est constituée d’une seule pièce qui sert de protection au corps de l’animal. Ce dernier, mou et segmenté, présente trois grandes régions :  La tête qui porte une paire de tentacules contractiles (Bonnet et al., 1990), à la base desquels se trouvent les yeux chez les mollusques aquatiques.  La bouche comprend généralement une mâchoire chitineuse sur la face dorsale et une radula (sorte de langue râpeuse) sur flac ventrale (Cadart, 1975).  Le pied est un organe musculeux souvent bien développé qui sert à la locomotion. ~ 75 ~

Synthèse bibliographique

 La masse viscérale est enveloppée dans une membrane, le manteau, qui sécrète la coquille. Cette masse viscérale comprend les principaux organes. Chez les gastéropodes, on note l’existence d’une cavité palléale qui est formée par un repli du manteau, dans laquelle débouchent l’anus et l’orifice urinaire (Figure 15). Cette cavité palléale abrite une branchie chez les prosobranches. Les pulmonés n’ont pas de branchies mais possèdent une cavité pulmonaire à plafond très vascularisé (Durand et Lévêque, 1980).

a- Coquille : La coquille des mollusques est constituée de carbonate de calcium (calcite et aragonite). Elle est secrétée par le manteau au fur et à mesure de la croissance de l’animal (Figure 15). Chez les mollusques vivants, la coquille est recouverte d’une fine couche de substance cornée (conchyoline) appelée périostracum qui assure la protection des couches calcaires. L’intérieur de la coquille est recouvert d’une couche de nacre à l’aspect satiné. Chez les gastéropodes, la coquille d’une seule pièce résulte schématiquement de l’enroulement d’un cône très allongé autour d’un axe appelé columelle. On parlera de coquille dextre lorsque l’enroulement vu du pôle apical (ou apex) a lieu dans le sens des aiguilles d’une montre, et de coquille senestre dans le cas contraire (Durand et Lévêque, 1980). b- Radula : Elle est située sur la face ventrale de la bouche, et se présente sous la forme d’un ruban chitineux portant plusieurs rangées transversales de petites dents sur la face dorsale. Chaque rangée comprend une dent centrale de part et d’autre de laquelle sont disposées symétriquement des dents latérales et marginales dont le nombre peut dépendre de l’âge de l’animal (Figure 15). Chez un Biomphalaria adulte (Planorbidae), le nombre des dents d’une rangée peut varier entre 39 et 59, alors qu’il n’est pas généralement supérieur à 7 chez les prosobranches. La forme des dents et leur disposition, ont une valeur systématique, en particulier chez les pulmonés. Chez ces derniers, la dent centrale est pourvue de deux cuspides, et les dents latérales de trois cuspides principaux sont appelés endocone, mésocone et ectocone (Durand et Lévêque, 1980).

~ 76 ~

Synthèse bibliographique

c- Appareil génital : Chez les Pulmonés, certaines espèces peuvent se distinguer par la morphologie de l’appareil génital et plus particulièrement de l’organe copulatoire. La partie distale de l’oviducte (utérus) débouche dans le vagin qui s’ouvre sous le bord du manteau, sur le côté gauche de l’animal. Le canal spermatique se poursuit par un canal déférent qui aboutit à l’organe copulateur. Celui-ci est composé dans sa partie supérieure d’un fourreau entourant le pénis, et dans sa partie inférieure d’un prépuce plus large. L’organe copulateur s’ouvre sous le tentacule gauche des mollusques à coquille senestre, et sous le tentacule droit des mollusques coquille dextre. La forme de l’organe copulateur, et les proportions relatives du fourreau et du prépuce, ils sont utilisés en systématique. L’organe copulateur est rétractile chez les Pulmonés et non rétractile chez les Prosobranches (Pirame, 2003).

Figure 15 : Anatomie d’un gastéropode (Della Santa, 1995).

II-9/ Hôte intermédiaire : Les mollusques sont présents dans la plupart des milieux d’eau douce. Ils se distinguent des autres organismes aquatiques par la présence d’une coquille calcaire constituée d’une seule pièce chez les gastéropodes. Ces mollusques hôtes intermédiaires sont en général hermaphrodites à reproduction mixte autofécondante et allofécondante, avec des taux d’autofécondation très élevés enregistrés dans certaines populations (par exemple 80 % chez Bulinus truncatus) (Viard et al., 1997).

~ 77 ~

Synthèse bibliographique

La schistosomiase ou bilharziose est la deuxième parasitose mondiale, après le paludisme (OMS, 1985), c’est l’une des maladies parasitaires les plus répondues dans le monde (Poda et al., 2001). Elle demeure un important problème de santé publique dans les pays en développement, où elle touche essentiellement les communautés pauvres, avec des conséquences néfastes sur leur développement.

Par sa prévalence, la bilharziose occupe le premier rang des maladies transmises par l'eau et le deuxième rang, pour son importance en santé publique dans les régions tropicales et subtropicales du globe, derrière le paludisme (Rougemont et Brunet, 1989).

La schistosomiase urinaire due à S. haematobium est la plus fréquente des schistosomiases humaines. Elle a des répercussions sanitaires et socio-économiques majeures dans les pays en développement (Tchuenté, 2006). Elle sévit dans 54 pays d'Afrique et d'Asie occidentale et le nombre de personnes infestées est estimé à 90 millions (Ferandel, 2001). En zones endémiques, la plupart des habitants parasités sont des enfants. Dans ces zones, l'hématurie est considérée dans certaines tribus, comme un phénomène physiologique normal chez le petit garçon à la puberté (Gentelini, 1993).

L'étude des relations entre les espèces de schistosomes et les mollusques hôtes intermédiaires fait apparaître des différences importantes en ce qui concerne le taux et la durée de l'infestation, la production de cercaires et la mortalité des mollusques (Figure 16). Ces différences s'expliquent, d'une part, par l'inégale sensibilité des espèces de mollusques (susceptibilité), et de l'autre part le pouvoir infestant du parasite (infectivité) (Jourdan , 1982 ; Preston et Southgate, 1994).

~ 78 ~

Synthèse bibliographique

Figure 16 : Evolution des schistosomes chez le mollusque (Preston et Southgate 1994).

II-9-1/ Classification : L’hôte intermédiaire de la schistosomiase est un mollusque d’eau douce du genre Bulinus, ce genre représente le groupe des gastéropodes le plus fréquent en Afrique. Il appartient à l’embranchement des mollusques, à la classe des gastéropodes, à la sous-classe des pulmonés qui se caractérisent par l’absence d’opercule, à l’ordre des basommatophores qui sont des pulmonés aquatiques, à la famille des Planorbidées qui est l’une des familles les plus importantes sur le plan médical (Félicité, 2011). Les Planorbidées se divisent en deux sous-familles dont les Bulininés qui ont une coquille ovale ou turriculée, ils sont représentés par un seul genre Bulinus. Le genre Bulinus comporte 4 groupes : Groupe africanus, Groupe tropicus, Groupe truncatus, Groupe forskalii. L’hôte intermédiaire de S. haematobium appartient au groupe truncatus qui contient plusieurs espèces dont Bulinus truncatus truncatus.

~ 79 ~

Synthèse bibliographique

II-9-2/Famille Planorbideae et Sous famille Bulinidae: Les gastéropodes de la sous- famille des Bulinidae sont caractérisés par une coquille non discoïde à enroulement senestre. La prostate est un organe compact (Lévêque et al., 1988). Le genre Bulinus, regroupe la majorité des hôtes intermédiaires de S. haematobium, S. intercalatum, S. mattheei et S. guineensis. Il est caractérisé par une coquille ovale ou turriculée (Figure 17-1 et Figure 17-2), plus haute que large, parfois presque cylindrique (groupes africanus et truncatus), ou plus haute (groupe forskaliï).  Embranchement : Mollusca,  Classe : Gasteropodes (Cuvier, 1797),  Sous-classe : Pulmones,  Ordre : Basommatophores,  Famille : Planorbideae,  Sous-Famille : Bulinidae,  Genre : Bulinus (Müller, 1781),  Espèce : Bulinus truncatus (Ehrenberg, 1831).

II-9-3/Famille Lymnaeidae : Cette famille a subit de nombreux changements dans l'application des noms et dans la délimitation des espèces (Glöer, 2002 ; Falkner et al., 2002 ; Glöer & Meier-Brook, 2003) et la correspondance des noms proposés par Devidts (1979) avec les noms actuels n'est pas toujours évidente.  Embranchement : Mollusca,  Classe : Gasteropodes (Cuvier, 1797),  Sous-classe : Pulmones,  Ordre : Basommatophores,  Famille : Lymnaeideae. (Lamarck, 1799),  Genre : Lymnaea (Lamarck, 1799),  Espèce : Lymnaea acumunata (Linnaeus, 1758). La distinction des espèces par contre est souvent difficile dans beaucoup de genres.

~ 80 ~

Synthèse bibliographique

2

Figure 17-1 : Morphologie et anatomie de B. truncatus (Lévêque et al., 1988)

B.truncatus. (1) coquille sénestre. a:apex; s:suture; sp: spire; p:péristome; l: lèvre. (2) Disposition des principaux organes. mb: masse buccale; oc: organe copulateur; ps: pseudo-branchie; rn: rein

Figure 17-2:Anatomie de la limnée tronquée (D’après Rondelaud et Mage, 1992).

~ 81 ~

Synthèse bibliographique

II-9-4/ Systématique : La sous-classe des pulmonés regroupe toutes les espèces qui possèdent une cavité pulmonaire “poumon” leur permettant de respirer l’air atmosphérique. L’ordre des Basommatophores est caractérisé par la position des yeux et la base des tentacules. Plusieurs noms ont été donnés à ce mollusque et il a été décrit pour la première fois par Muller (1774) sous l’appellation de Lymnaea truncatula. (Rondelaud et Mage, 1992).

II-9-5/ Cycle biologique : L’hôte intermédiaire de schistosome est un mollusque aquatique hermaphrodite et capable d’auto-fécondation (Figure 18). Dans des conditions favorables et pendant la période où l’eau est suffisamment chaude, les œufs sont pondus de façon intermittente sous forme de capsule ovigère d’aspect réniforme et de couleur jaunâtre, le nombre d’œufs par grappe varie de 2 à 20. Au bout d’une à trois semaines, les œufs éclosent, la température optimale pour le développement embryonnaire est de 24°C, donnant un taux d’éclosion de 94,28% pendant une durée moyenne d’incubation de 15 jours (Moussalim, 1992). Les mollusques atteignent leur maturité sexuelle en un à quatre mois, selon les conditions d’approvisionnement en nourriture et la température.

II-9-6/Ecologie des mollusques : Les espèces qui jouent le rôle d'hôte intermédiaire des parasitoses préfèrent en général les eaux tièdes (22 à 28 °C), ombragées, stagnantes ou à courant modéré et à végétation abondante (les cours d’eau, les marigots, les mares, les lacs naturels et artificiels, les barrages de retenue, les étangs ou les réseaux d’irrigation). L’enfouissement de certaines espèces en période sèche permet la reprise d'activité de certains mollusques, au retour de l’eau, tel que Bulinus et Lymnaea (Dreyfuss et Rondelaud, 2011).

~ 82 ~

Synthèse bibliographique

Sporocyste (2 générations Libération des cercaires dans l’eau douce (3000 cercaires/mollusque) successives dans le mollusque Cercaires deviennent de schistosomules

Cercaires pénètrent dans la peau a Larves migrent en 1 er temps vers les poumons à travers les veines puis le cœur puis la circulation sanguine Développement des miracidiums dans les sporocystes( 4 à6

semaines) b Larves matures dans le foie (45jrs) b

Dans les selles Dans l’urine Vers adultes ( tailles de 1cm, durée de vie 3 à 30ans b

Miracidium pénètre l’hote intermédiaire S. haematobium migre vers le plexus veineux de la vessie (180µm) a ou les femelles libèrent les œufs. S.japonicum et S. mansoni S.japonicum migrent vers les vaisseaux mésentériques de l’intestin ou de rectum et les femelles libèrent les eaux dans les selles. S. mansoni S. haematobium Excrétion des œufs (140µm,survie 48h a

Figure 18 : Cycle de développement des schistosomes (Charles et king, 2009).

(a) Hoffman et al., 2003, (b) Scélo et al., 2004.

~ 83 ~

Synthèse bibliographique

II-10/Espèces modèle d’étude : II-10-1/ Bio-écologie de Bulinus truncatus : Bulinus truncatus occupe divers types d’habitats, il vit dans les collections des eau naturelles (lacs, mares résiduelles, mares temporaires) et les gites artificiels tels que les barrages et les étangs de piscicultures (Brown, 1994). C’est une espèce herbivore et ovipare, elle effectue sa ponte sur les pierres, les végétaux et les coquilles de leurs congénères. Lorsque le gite s’assèche les bulins ont la possibilité de s’enfoncer dans la boue humide et d’y rester en diapause jusqu’à la prochaine saison des pluies, cela explique la présence de la schistosomiase urinaire dans les régions à longue saison sèche (Félicité, 2011). L’implantation de ce groupe est favorisée par la présence conjointe des eaux à écoulement lent (le mollusque ne supporte pas une vitesse d’écoulement de l’eau supérieure à 0,25 mètre/seconde), d’une végétation appropriée, d’une température adéquate (18°C minimum) et de nourriture organique (Azizi et al., 1990). Il tolère l’obscurité, mais une bonne luminosité favorise l’éclosion des œufs. Une salinité (chlorure de sodium) de plus de 4 grammes/litre interfère avec sa croissance. Le pH optimal pour sa croissance se situe entre 7,8 et 8,6 (Laaziri, 2012). a. Cycle biologique Schistosoma haematobium a un cycle biologique complexe fortement lié à la présence de collections d'eau de surface. Il présente un cycle à deux phases parasitaires, un cycle humain avec multiplication sexuée et un cycle chez un mollusque hôte intermédiaire du genre Bulinus truncatus (Figure 19) L’homme élimine les œufs du parasite dans le milieu extérieur par les urines. Les œufs éclosent dans l’eau douce à 25°C et libèrent une larve embryonnaire ciliée : le miracidium (Pebret, 2003). L'éclosion du miracidium est stimulée par la lumière et la chaleur. La rupture de la coque de l'œuf est le résultat de l'absorption d'eau et, pour une moindre part, des mouvements du miracidium (Figure 20), (Fain, 1972).

~ 84 ~

Synthèse bibliographique

II-10-2/ Bio-écologie de Lymnaea acumunata:

Les études sont souvent limitées par la durée du cycle de vie de certaines espèces et par des considérations éthiques (Matthiessen, 2008). La lymnée (Lymnaea acumunata) (Linné, 1758), (Gastropoda, Pulmonata, Basommatophora) est une espèce abondamment présente dans les étangs et les lacs en Afrique, Europe, en Asie et dans le Nord de l’Amérique (Berrie, 1965 ; Brown, 1979). Elles se nourrissent essentiellement de macrophytes vivants et de périphyton, la lymnée participe à la limitation de la couverture des algues, favorisant ainsi l’incidence de la lumière et la présence des nutriments dans le milieu (Coeurdassier et al., 2004). La lymnée est également la nourriture privilégiée de nombreux poissons et écrevisses, constituant ainsi un élément non négligeable de la chaîne alimentaire aquatique.

Figure 19 : Cycle biologique de Schistosoma haematobium (Hattoufi, 2013).

~ 85 ~

Synthèse bibliographique

Figure 20 : Évolution des Schistosomes chez l’hôte intermédiaire (Pebret, 2003).

Son cycle de vie s’étend sur une période d’un à deux ans, en fonction des conditions environnementales. La température et l’abondance de la nourriture sont en effet les principaux déterminants de la durée du cycle de vie. La lymnée est une espèce hermaphrodite simultanée qui se reproduit généralement par allofécondation. En condition de stress, la reproduction est principalement asexuée (Coutellec et Lagadic, 2006). La lymnée est préférentiellement sous forme femelle car celle-ci nécessite moins d’énergie que la forme mâle (Koene et Ter Maat , 2005). La reproduction a lieu du printemps à l’automne, dès que les lymnées atteignent une taille adulte d’environ 20 à 30 mm. La reproduction est marquée par un pic au printemps et parfois par un deuxième à la fin de l’été voire à l’automne si les conditions sont favorables. Les lymnées pondent 50 à 150 œufs par individu selon leur taille (Koene et al., 2007). Les œufs sont regroupés en masse gélatineuse et déposés en surface ou sur des feuilles des plantes aquatiques. L’éclosion a lieu au cinquième stade de véligère puis elle est suivie d’une très forte mortalité des juvéniles au cours de l’automne, compensée par une forte fécondité des parents. Les lymnées sont très sensibles à la température de l’eau dans laquelle elles baignent.

~ 86 ~

Synthèse bibliographique

Le froid est nécessaire pour que les juvéniles acquièrent des caractères adultes au cours de l’hiver. Peu de temps après la reproduction, le nombre des adultes qui survivent reste faible. La lymnée est une espèce invertébrée couramment utilisée en tests de toxicité car elle se trouve dans un grand nombre des milieux d’eau douce, notamment proche des cultures où sont épanchés pesticides et herbicides. Quasiment sédentaire, vivant en eau lente voire stagnante et en contact avec les sédiments, elle est exposée directement aux polluants. De ce fait, la lymnée est un bioindicateur de la qualité des eaux souvent utilisées en bioessais (Gomot, 1998 ; Lance et al., 2007). II-10-3/ Bio-écologie de Lymnaea acumunata : La Limnée tronquée vit en eau douce comme tous les membres des Lymnaeidae. Sa coquille est à enroulement dextre, ovoïde, un peu ventrue et étagée. L'une des caractéristiques permettant de la reconnaitre sur le terrain est la présence de spires convexes, disposées en "marches d'escalier". Son ouverture est ovale et ne dépasse pas la moitié de la hauteur totale.

La coloration est variable, allant du roux au grisâtre mais elle est assez souvent recouverte d'un enduit noir ou blanchâtre. Par exemple, si la limnée vit sur de la vase putride ou de couleur rougeâtre si l'habitat se situe sur des sols ferrugineux (Mekroud, 2004).

Le cycle d’activité annuel et le cycle de reproduction sont conditionnés par le climat. Dans les collections temporaires, Brown (1994) a observé quatre rythmes de reproduction :  une seule génération pour Galba truncatula en Éthiopie ;  deux générations pour Bulinus truncatus en région méditerranéenne dans les canaux d’irrigation ;  trois générations pour Biomphalaria et Bulinus en Afrique tropicale (contrées à deux saisons des pluies) ;  plusieurs générations annuelles, de succession rapide, quand l’habitat se maintient de manière permanente (Dreyfuss et Rondelaud, 2011)

~ 87 ~

Synthèse bibliographique

III/Généralités sur les métabolites secondaires : Il y a quelques années, près de 100 000 structures chimiques appartenant au métabolisme secondaire des plantes étaient identifiées, chaque espèce végétale ayant un assemblage unique des composés secondaires (Hartmann, 1996).Ces substances identifiées, appartiennent à trois classes principales (Pichersky et Gang, 2000): les terpènes (un groupe de lipides), les composés phénoliques et les alcaloïdes. On trouve des métabolites secondaires dans toutes les parties des plantes, mais ils sont distribués différemment selon leurs rôles défensifs. Les métabolites secondaires sont biosynthétisés à partir des métabolites primaires et jouent un rôle majeur dans les interactions de la plante avec son environnement, contribuant ainsi à la survie de l'organisme dans son écosystème. Les plus grands groupes sont les alcaloïdes, les terpénoïdes, les stéroïdes et les composés phénoliques (Dave, 2003) . Ils présentent une énorme valeur économique (en particulier pour l'industrie pharmaceutique et la cosmétique). Les principes actifs végétaux sont présents à faible dose et peuvent jouer différents rôles ; ils permettent aux plantes de se défendre contre les insectes, les bactéries ou les champignons, favorisent leur croissance et améliorent leurs échanges avec le milieu environnant… A l’exception des alcaloïdes, les recherches phytochimiques ont permis de mettre en évidence, tous les composés caractéristiques des Compositae. Ces dernières, lors des études chimiosystématiques, ont montré une grande variété de métabolites secondaires et des procédés biosynthétiques différents. Ils ont ainsi pu mettre en évidence, au cours des études chimiques sur les compositae, différents types de composés chimiques : coumarines, flavonoïdes, terpènes, hétérosides, sesquiterpènes lactones.

III-1/Définition de la plante médicinale : On appelle une plante médicinale toute plante qui a des propriétés thérapeutiques. Actuellement, et grâce aux progrès scientifiques, la thérapeutique a beaucoup évolué et en utilisant la plante comme matière première pour les médicaments, ces plantes ne peuvent pas être toxiques (Chami et Yahyaoui ,2012).

~ 88 ~

Synthèse bibliographique

III-2-1/ Principes actifs des plantes médicinales : Les plantes médicinales ont la particularité de former de nombreux composés dits « métabolismes secondaires » ou « substances à activités potentielles », qui ne sont pas vitaux pour la plante, mais ils ont d’autres rôles essentiels. En plus de leurs rôles au profit de la plante, plusieurs métabolites secondaires sont utilisés comme médicaments tels que les flavonoïdes, les alcaloïdes et les saponosides (Chami et Yahyaoui ,2012)

III-3/ Métabolites secondaires et leurs activités : III-3-1/Alcaloides : Les alcaloïdes sont des substances naturelles et organiques provenant essentiellement des plantes et qui contiennent au moins un atome d'azote dans leur structure chimique, avec un degré variable de caractère basique (Figure 21) (Harborne et Herbert, 1995). On les trouve principalement chez les végétaux, mais aussi chez les animaux et chez certains micro-organismes, leur structure chimique de base est un hétérocycle azoté sauf pour quelques substances dans lesquelles l'azote est extracyclique (Judd et Campbell, 2002). Les alcaloïdes forment un groupe hétérogène, ils agissent directement sur le système nerveux avec des effets sur la conscience et la motricité (Bruneton, 1999).

III-3-1-1/Activité nématicide des alcaloides : Les plantes sont riches en métabolites secondaires (alcaloïdes et hétérosides), qui représentent des sub-armes chimiques élaborées pour assurer leur défense contre les agressions des ravageurs. Ces composés sont ovicides, larvicide, anti- appétants et répulsifs pour les phytophages. Des résultats encourageants ont été obtenus avec Calotropis gigantea (Pari et al., 1998).

Plusieurs de ces composés, par exemple, des alcaloïdes, des phénols, des sesquiterpènes, diterpènes et dérivés de thiényle ont une activité nématicide (Gommers, 1981). Par exemple, α-terthiényle de Tagetes spp. est un composé nématicide très efficace (Uhlenbroek et Bijloo, 1958). D'autres composés avec activité nématicide ont été isolés à partir des plantes, notamment à partir de la famille des astéracées (Gommers, 1981).

~ 89 ~

Synthèse bibliographique

Figure 21 : Structure de quelques alcaloïdes (Nicolaou et al., 2007).

III-3-1-2/Activité molluscicide des alcaloides : Les alcaloïdes sont supposés de jouer un rôle défensif dans la plante contre les prédateurs (herbivores et carnivores) (Crozier et al., 2006). Les molécules à action molluscicide d’origine végétale isolées à ce jour, sont des différents types : alcaloïdes, triterpènes saponines, spirostanol saponines, sesquiterpènes, flavonoïdes, furanocoumarines, isobutylamides, chalcones et d’autres produits secondaires (Maradufu et Ouma, 1978; Marston et Hostettmann, 1984 ; Perrett et Whitfield, 1996). Des études ont montré que l'activité molluscicide est élevée des alcaloïdes en particulier la N-methylisosalsoline, isolé à partir de Hammada scoparia, de la famille des chénopodiacées (Jarraya et al., 2009).

~ 90 ~

Synthèse bibliographique

III-3-1-3/Plantes à alcaloïdes : Il nous est apparu important de retenir des informations phytochimiques sur les plantes de la médecine traditionnelle du Sud-Ouest algérien (Cheriti et sekkoum, 1995 ; Cheriti et al., 1995), afin de rechercher des nouvelles sources des alcaloïdes qui sont des substances organiques communément rencontrées chez 15 à 20% des plantes supérieures vasculaires.

Selon Bourmita et al., (2013) ; au cours des investigations, il ont noté que certaines familles des plantes sont plus riches en alcaloïdes que d’autres. De même, ses alcaloïdes pour certaines plantes médicinales, sont localisés surtout dans les parties aériennes à savoir les tiges et les feuilles : Chenopodium amrosiode L. (Chenopodiaceae), Zilla macroptera (Brassicaceae), Pergularia tomentosa et Calotropis procera (Asclepiadaceae), Hyoscyamus muticus (Solanaceae) et Datura stramonium (Solanaceae).

McNair (1935) a calculé le pourcentage des familles renfermant des espèces à alcaloïdes dans quatre types de climats allant du tropical au tempéré. D'ailleurs, si les espèces à alcaloïdes sont relativement peu nombreuses dans les zones arides, il en existe cependant comme les Ephedra, Echinocactus, Duboisia, Hyoscyamus, Peganum, Anabasis, etc., dont la teneur en alcaloïdes est parfois très élevée.

Calotropis procera, Hyoscyamus muticus et Pergularia tomentosa sont trois plantes très abondantes dans le Sahara. Ces espèces végétales peuvent être valorisées comme des sources d’alcaloïdes (Bourmita et al.,2013).

Du point de vue chimique, ces alcaloïdes présentent la particularité d'avoir une constitution voisine de celle des alcaloïdes des cactacées ; ainsi, l'un de ces derniers, la carnégine, est l'O-diméthylsalsoline. El Deeb (1931), a trouvé que l'Hyoscyamus muticus est riche en alcaloïdes. En Inde, on utilise Datura stramonium. La scopolamine semble être le principal alcaloïde du Datura: on en trouve dans toutes les parties de cette plante, qui renferme aussi de 10 à 20 % d'hyoscyamine.

~ 91 ~

Synthèse bibliographique

III-3-2/Phénols : Ils sont caractérisés par leur structure en anneau, comprennent notamment de l’acide salicylique, à partir duquel la célèbre aspirine à été développée, et des substances plus complexes comme les composés phénoliques auxquels sont rattachés les glucosides (Igor, 2002), les phénols sont utilisés pour désinfecter les blessures, mais à haute dose, ils peuvent provoquer des fortes irritations cutanées (Kothe, 2007). Le terme d’acide phénol peut s’appliquer à tous les composés organiques possédant au moins une fonction carboxylique et un hydroxyle phénolique. En phytochimie, l’emploi de cette dénomination est réservé aux seuls dérivés des acides benzoïques et cinnamiques. Les principales classes des composants phénoliques sont : les acides phénoliques (acide caféique, acide hydroxycinnamique, acide chlorogénique), les flavonoïdes qui représentent plus des moitié des polyphénols, les tannins et les coumarines (King et Young, 1999). On distingue aussi les phénols simples (parmi eux les acides phénoliques), les flavonoïdes, les lignanes et les stilbènoides (Figure 22) (Boros et al., 2010).

Coumarines Acides hydroxycinnamique Phénols simples

Stilbénoïdes

Lignines

Figure 22 : Structures chimiques de principaux polyphénols (Scalbert et Williamson, 2000). Les composés phénoliques possèdent une grande diversité des structures classées en flavonoïdes et non flavonoïdes (Figure 23), (Sarni-Manchado et Cheynier, 2006). ~ 92 ~

Synthèse bibliographique

Figure 23 : Classification des composés phénoliques (Sarni-Manchado et Cheynier, 2006).

III-3-2-1/Activité nématicide des phénols : Un grand nombre de composés phénoliques ont été trouvés possédant une forte activité nématicide, selon les travaux de Puja et Satinder (2010), un effort de consolider la littérature disponible concernant l'effet de ces composés sur les nématodes, dans ce contexte, un certain nombre de composés phénoliques comprenant monohydroxylé, dihydroxylé et les composés trihydroxylés , les quinones et les acides aromatiques tels que l'acide trans-cinnamique ont été étudiés pour leur activité nématicide et leur effet sur l'éclosion des œufs de Meloidogyne incognita (Mahajan et al., 1985). Les acides phénoliques possèdent des activités biologiques importantes tel que : antiparasitaires, antioxydantes, antibactériennes et antifongiques (Sannomiya et al., 2005 ; De Barros et al., 2008 ; Gurbuz et al., 2009).

~ 93 ~

Synthèse bibliographique

III-3-2-2/Activité molluscicide des phénols : La recherche des plantes locales à activité molluscicide a été considérée comme plus durable que l'utilisation des molluscicides synthétiques. Des plantes de la famille des solanacées avec plusieurs espèces Solanum ont été révélées à avoir une activité molluscicide significative et potentielle (Medina et Ritchi, 1980; Kloos et al., 1987; Bekkouche et al., 2000; Wei et al., 2002; Silva et al., 2006).

La capacité d’une espèce végétale à résister à l’attaque des insectes et des microorganismes est souvent corrélée avec la teneur en composés phénoliques (Bahorun, 1997). D'autre part, il a été démontré que la destruction des mollusques en utilisant des agents molluscicides est un moyen d'interrompre le cycle de vie du parasite pathogène et pour prévenir une infection humaine (Lahlou, 2001).

Les composés phénoliques forment l'une des principales classes de métabolites secondaires des plantes. Cependant, ces composés sont actuellement connus pour avoir des activités biologiques puissantes, comme beaucoup des produits naturels ou synthétiques appartenant à cette classe des composés phénoliques sont rapportés à posséder une activité molluscicide intéressante (Sullivan et al., 1982; Hussein, 1984; Okunji et Iwu, 1991; Ravelonjato et al., 1992; Orjala et al., 1993; Corthout et al., 1994; Lemmich et al., 1996; Hmamouchi et al., 1998).

III-3-2-3/Plantes aux phénols : Les composés phénoliques sont des composés possédant un ou plusieurs noyaux aromatiques avec un ou plusieurs hydroxygroupes, et sont généralement classés comme des acides phénoliques, flavonoïdes, tilbènes, coumarines, et tanins (Spencer et al., 2008).Le rôle potentiellement favorisant la santé des légumes et épices est avérées d’être dériver des Apiaceae (Cherng et al., 2007).

En outre, les légumes et les épices contiennent également plusieurs composés phytochimiques bioactifs tels que les flavonoïdes (quercétine, rutine) et coumarines (bergaptène, isopimpinellin, xanthotoxin), qui auraient curative, possédant des valeurs préventives ou nutritives (Duke, 2000).

~ 94 ~

Synthèse bibliographique

IV-3-3/ Flavonoïdes : Le terme flavonoïde désigne une large gamme des composés naturels qui appartiennent à la famille des polyphénols. Ils sont considérés comme des pigments quasi universels des végétaux. Ce sont des molécules aromatiques polysubstituées ayant un rôle des métabolites secondaires, très repondue dans le règne végétal, généralement hydrosolubles, et ils sont responsables des couleurs que l’on observe dans les pétales des fleurs. La capacité d’une espèce végétale à résister à l’attaque des insectes et des micro- organismes est souvent corrélée avec la teneur en composés phénoliques (Rees et Harborne, 1985 ; Bruneton, 1999). Plus de 4000 types des flavonoïdes ont une origine biosynthétique commune et possèdent la même base regroupé en une douzaine de classes selon le degré d’oxydation du noyau pyranique (la structure de Benzo-γ-pyrone) (Bruneton, 1999). La nature chimique des flavonoïdes dépend de leur classe structurale, de degré d'hydroxylation et de méthoxylation, de degré de polymérisation, des substitutions et des conjugaisons sur le cycle carbone (Yao et al., 2004 ; Tsimogiannins et Oreopoulou, 2006). En basant sur leur squelette (Figure 24), les flavonoïdes peuvent être divisés en différentes classes : anthocyanidines ; flavonoles ; isoflavonoles ; flavones ; isoflavones ; flavanes ; isoflavanes ; flavanols ; isoflavanols ; flavanones ; isoflavanones ; aurones (Havsteen, 2002 ; Edenharder et Grünhage, 2003).

Figure 24 : Structures des squelettes de base des flavonoïdes (Havsteen, 2002).

~ 95 ~

Synthèse bibliographique

III-3-3-1/Activité nématicide des flavonoïdes : Les isoflavones possèdent une activité nématicide, insecticide et fongicide. Certaines d’entre elles sont des poisons potentiels pour les poissons (Ikan, 1969). En phytogéographie, les flavonoïdes sont utilisés pour séparer partiellement des populations en groupes géographiques (Shiv et al., 1998). Plusieurs auteurs ont mis en évidence l’importance et l’application des substances à effet nématicide et des molécules actives telles que les composés phénoliques dans la lutte contre les nématodes (Siddiqui et Alam, 1988 ; Faouzi, 2002). Le rôle des composés phénoliques en général et des flavonoïdes en particulier dans la protection des plantes a été prouvé à maintes reprises (Hariri et al., 1991 ; Dai et al., 1995). Ces plantes à effet nématicide peuvent être utilisées de diverses façons pour protéger les cultures sensibles : engrais vert, amendement, mulch ou produits de traitement (Mohammad et Abdul, 2002 ; Judy et al., 2004). Il est évident que les plantes résistantes aux nématodes ont des plus grands niveaux constitutifs de transcriptions pour les enzymes clés impliquées dans la biosynthèse de phytoalexines isoflavonoïdes, qui sont connues pour jouer un rôle dans la résistance à la fois des nématodes sédentaires et migrateurs (Puja et Satinder ,2010).

III-3-3-2/Activité molluscicide des flavonoïdes : Les flavonoïdes constituent un groupe des substances très importantes qui présentent un grand intérêt dans beaucoup de domaines. Leurs propriétés anti-mollusques, anti-oxydante, antivirale, anti-bactérienne, les prédestinent à des utilisations dans les industries pharmaceutiques, agroalimentaires et cosmétiques, etc. (Pietta, 2000).

III-3-3-3/Plantes à flavonoïdes : La famille des Euphorbiaceae renferme aussi d’autres métabolites secondaires tel que les flavonoïdes, en général des flavonols (Rivière et al., 2009). Les composés flavoniques sont des substances naturelles très répandues dans la famille des Asteraceae. On trouve essentiellement des flavonoïdes glycosylés comme l’apigénine 7-glucoside (Figure 25) et la lutéoline 7-glucoside (Figure 26).

~ 96 ~

Synthèse bibliographique

Figure 25 : apigénine 7-glucoside Figure 26 : lutéoline 7-glucoside

La présence des composés flavonoïdiques a été rapportée chez les bryophytes, les ptéridophytes, les gymnospermes et chez les angiospermes (Judd et Campbell, 2002). La famille des Asteraceae est contrairement à toute autre famille concernant leurs constituants caractéristiques (Turner, 1977) : des flavonoles et des flavones, flavonols et flavonesméthylés, fructanes sont de type inuline. Dans la continuité, des étude des plantes médicinales algériennes (Benayache et al., 2001,Bentamene et al., 2005; Benyahia et al., 2005) ont trouvés que Acacia radiata Coss. et Dur. contient 13 flavonoïdes connus.

III-3-4/Coumarines : Les coumarines représentent une autre classe des métabolites secondaires, tirant leur nom de « coumarou », nom vernaculaire de la fève tonka Coumarouna Odorata appelée aussi (Dipteryx Odorata Willd., Fabiaceae) d’où fut isolée pour la première fois, en 1820, la coumarine.

Les coumarines se trouvent dans toutes les parties de la plante et notamment dans les fruits et dans les huiles essentielles des graines. Elles sont fréquemment à l’origine des hétérosides (Bruneton, 2009).

Les coumarines sont des substances phénoliques, ayant comme structure de base le benzo-2pyrone, (Figure 27), elles sont largement distribuées dans le règne végétal.

~ 97 ~

Synthèse bibliographique

Figure 27 : Structure de base des coumarines (Venugopala et al.,2013).

III-3-4-1/Activité nématicide des coumarines : Ces dernières années, les composés naturels ont de plus en plus au centre des personnes intéressées par la découverte des nématicides, parce qu'ils sont plus respectueux de l'environnement (Akhtar et Farzana, 1996; Shaukat et al., 2002). Les plantes sont une grande source potentielle des produits chimiques nématicides (Saleh et al., 1987;Chitwood, 2002; Pérez et al., 2003 ; Udalova et al., 2004 ; Park et al., 2005). Beaucoup de composés nématicides ont été obtenus à partir des plantes, telles que coumarines, alcaloïdes, sesquiterpènes, diterpénoids, triterpénoïdes, des isothiocyanates phénoliques dans glucosinolates (Chitwood, 2002). III-3-4-2/Activité molluscicide des coumarines: Des études récentes théoriques et pratiques concernant les coumarines décrivent l'énorme variété des activités biologiques qui peuvent être présentes dans les coumarines naturelles d’origine végétale (Kapoor,2013; Zheng et al., 2013; Kostova, 2005; 2006; 2007) .

~ 98 ~

Synthèse bibliographique

Comme composé actif d'effet molluscicide sur Biomphalaria glabrata des extraits de Brasiliense étaient déterminée, également trouvée dans Craspidospermum verticillatum (Gasparotto et al., 2005). Les cardénolides de Pergularia tomentosa trouvés dans ces extrait sont toxiques pour les mollusques terrestres (Hussein et al., 1994). IV-3-4-3/Plantes à coumarines: Les coumarines sont les constituants caractéristiques du règne végétal chlorophyllien, à l’exception des algues (Gray et Waterman, 1978). Ils sont largement répandus dans les familles telles que Fabaceae, Asteraceae et surtout Apiaceae et Rutaceae chez lesquelles sont rencontrées les molécules les plus complexes. Ils ont été isolés plus de 1300 différents coumarines, bien distribués en familles des Angiospermes, Monocotyledones et dicotylédones. Les ordres impliqués dans la synthèse des coumarines sont : Rutales, Asterales, Fabales, Olales, Urticales, et les familles sont : Thymelaeaceae, Apiaceae (ombellifères), Rutaceae, Asteraceae, Fabaceae, Oleaceae, Moraceae et Thymelaeaceae (Ribeiro et Kaplan ,2002).

III-3-5/Tanins: Selon la définition classique, les tanins sont des composés phénoliques hydrosolubles ayant une masse moléculaire comprise entre 500 et 3000 g/mol qui présentent, à coté de ces réactions classiques des phénols, la propriété de précipiter la gélatine. En 1987, Mole et Waterman ont défini les tanins comme des produits naturels phénoliques qui peuvent précipiter les protéines à partir de leur solution aqueuse hydrosoluble (Karamali et Tuenis, 2001). Les tanins se dissolvent dans l’eau sous forme de solution colloïdale, mais leur solubilité varie selon le degré de polymérisation (elle diminue lorsque celui-ci augmente). Les solutions aqueuses ont une stabilité variable selon la structure, généralement modérée. Les tanins sont des composés phénoliques de structures variées, ayant un poids moléculaire compris entre 300 et 5000 g/mol (Bouhadjera ,2005). Habituellement on distingue deux groupes de tanins différents par leur structure aussi bien que par leur origine biogénétique : les tanins hydrolysables et les tanins condensés (Doat et Enel, 1978 ;Bruneton, 2009) :

~ 99 ~

Synthèse bibliographique

a. Tanins hydrolysables : Ce sont des esters du glucose et d’un nombre variable des molécules d’acide phénolique (Figure 28) (Belboukhari, 2007) .

Figure 28 : Structure chimique des tanins hydrolysables et les acides associés (Peronny, 2005).

b. Tanins condensés : Les tanins condensés ou proanthocyanidols sont des polymères flavaniques constitués d’unités de flavan-3-ols (Figure 29), (Belboukhari, 2007). Les tanins sont des corps généralement amorphes, solubles dans l’eau et l’alcool, et insolubles dans les solvants organiques apolaires. On les extrait généralement, par des mélanges hydro- alcooliques. Les tanins sont précipités par de nombreux réactifs, ils précipitent avec les sels des métaux lourds tels que le fer, le plomb, le zinc et le cuivre (Bouhadjera ,2005).

~ 100 ~

Synthèse bibliographique

Figure 29 : Structure chimique des tanins condensés (Guignard, 1996).

III-3-5-1/Activité nématicide des tanins : L'efficacité de l'acide tannique a été étudiée contre Meloidogyne arenaria sur la tomate et ses effets sur le comportement de Meloidogyne arenaria, Meloidogyne incognita et Heterodera glycines (Hewlett et al., 1997).

III-3-5-2/Activité molluscicide des tanins: Solanum paniculatum Linné (Solanacées) est utilisée par la population pour lutter contre les maladies hépatiques. Il contient des composés chimiques tels que saponines, des tanins et glycoalcaloïdes, qui ont tous fait leurs preuves d’une forte activité biologique, y compris l'activité molluscicide (Mason et al., 1994; Treyvaud et al., 2000; Jorge et al., 2001; Mesia-Vela et al., 2002; Silva et al., 2006).

III-3-5-3/Plantes aux tanins: Les tanins sont particulièrement abondants chez les conifères, les Fagaées, les Rosacées (Ghestem et al., 2001). On les trouve dans de nombreuses plantes utilisées dans l'alimentation, notamment les céréales et les légumineuses (orge, haricots secs, petits pois, caroube, sorgho) (Peronny,2005). Pergularia tomentosa est connu par son contenu en molécules biologiquement actives tels que les polyphénols: des tanins, glycosides cardiaques, les glycosides cyanogènes, des saponines, des flavonoïdes, (Hassan et al., 2007). Selon (Ghestem et al., 2001), tous les organes végétaux peuvent renfermer les tanins mais on note fréquemment une accumulation dans les organes âgés. ~ 101 ~

Synthèse bibliographique

III-3-6/Terpènes: Ces substances appelées également terpènoïdes, constituent une importante classe des produits secondaires, hydrophobes quelquefois volatils et unis par une origine commune. Ils sont formés d’unité de cinq carbones, unité isoprène, ils sont libérés à haute température (Figure 30).

Figure 30 : Structure de base de l’isoprène (Khenaka, 2011).

III- 3-6-1/Activité nématicide des terpènes: Les Euphorbes (riches en terpènes) ont de multiples utilisations, à titre médicinal, elles sont employées comme purgatif ou vésicant, contre les parasites, l’asthme, les bronchites chroniques et la migraine (Ngom et al., 2007).

Les sesquiterpènes des Limonene possèdent plusieurs activités biologiques : fongistatique, bactériostatique, insecticides, nématicide, herbicide (Pibiri, 2006). Les huiles essentiels des plantes aromatiques possèdent plusieurs activités biologiques, parmi lesquelles on peut citer les activités suivantes : fongistatique , insecticide, nématicide ,herbicide, bactériostatique,antioxydante (Linderschmidt et al.,1986).

III-3-6-2/Activité molluscicide des terpènes: Terpènes sont utilisés comme insecticides et de leurs propriétés anthelminthique, pharmacologiques, notamment antibactérien, antifongique, antipaludéens et molluscicides (Gurib-Fakim, 2006).

~ 102 ~

Synthèse bibliographique

III-3-6-3/Plantes aux terpènes: Les lactones sesquiterpèniques sont des métabolites présents chez de nombreuses familles des plantes, des champignons et des bryophytes, elles ont été mises en évidence chez les Angiospermes (Apiaceae, Lauraceae, Menispermaceae) et très abondamment chez les Asteraceae. Il s’agit de la classe des composés la plus caractéristique des Euphorbiaceae, les terpènes qui se retrouvent dans toutes les parties de la plante (racine, tige, feuille, fruit, graine), sont fortement irritants pour les muqueuses et possèdent des propriétés vésicantes (Hegnauer, 1973). De nombreuses investigations phytochimiques et pharmacologiques font l’objet du genre Euphorbia, particulièrement sur le latex. Ces études ont permis l’isolement et la caractérisation d’un grand nombre de métabolites secondaires qui se répartissent principalement en : terpène et flavonoïdes, (Singla et Pathak, 1990). Des travaux phytochimiques pour extraire les principes actifs sont réalisés sur l’Euphorbia guyoniana Boiss. & Reut, le premier est sur les parties aériennes de la plante, a permis d’isoler et de caractériser deux nouveaux diterpènes polyesters de type jatrophane (Guyonianin A, Guyonianin B) (Ahmed et al., 2006) ; la deuxième étude est sur les racines d’E. guyoniana Boiss. et Reut. a permis d’isolés 20 composés terpéniques (5 diterpènes (1-5) et 15 triterpènes (6-20)) (Haba et al., 2007). La famille des Asteraceae sont contrairement à toute autre famille concernant leurs constituants caractéristiques (Turner, 1977) : Lactones sesquiterpéniques, les alcools triterpéniques pentacycliques, les composés acétyléniques dérivés d'acides gras (Hegnauer, 1977).

III-3-7/Saponines : Les saponosïdes sont des métabolites secondaires héterosidiques, elles se composent d'une partie lipophile, la génine (ou aglycone) et une partie hydrophobe osidique (Kansole, 2009), (Figure 31). Les saponosides sont appellés aussi " les saponines", ce sont des glucosides contenus dans de nombreuses plantes médicinales et quelques organismes marins, notamment l’igname sauvage (Dioscorea villosa) contient des saponines stéroïdes.

~ 103 ~

Synthèse bibliographique

Figure 31 : Structure chimiques de génine stéroidique (Kansole, 2009).

Les saponines sont sous forme d’hétérosides à l’état naturel, dont l’aglycone peut être de nature triterpénique ou stéroïdique. Les propriétés physico-chimiques les plus caractéristiques des saponines sont les modifications de la tension superficielle et le pouvoir moussant. Elles sont largement répandues dans le monde végétal, ces composés assurent la défense du végétal contre l’attaque microbienne ou fongique.

III-3-7-1/Activité nématicide des saponines : Les plantes produisent naturellement des composés de métabolisme secondaire qui fournissent la défense contre les herbivores dont l’activité biocide et ils sont utilisés en médecine traditionnelle comme bactéricides, fongicides, nématicides, anthelminthiques et acaricides, autres… (Al-Daihan, 2013).

III- 3-7-2/Activité molluscicide des saponines : La présence des flavonoïdes, des saponines et des tannins dans Bidens pilosa peut justifier les effets molluscicides et ovicides dont ils ont été montrés sur cette étude (Bruna et al., 2013). Des études ont rapporté qu’il existe une forte activité molluscicide de ces classes des composés avec d'autres espèces des mollusques (Marston et Hostettmann 1985 ; Lemmich et al., 1995 ;Treyvaud et al.,2000 ; Cantanhede, 2010).

III-3-7-3/Plantes aux saponines : Les sesquiterpènes lactones représentent un ensemble important en nombre de substances naturelles avec plus de 3000 structures ont été isolées. Différents composés de

~ 104 ~

Synthèse bibliographique

type sesquiterpènes lactones peuvent être distribués dans les différentes tribus de la famille des Asteraceae (Seaman, 1982). La famille des Euphorbiaceae renferme aussi d’autres métabolites secondaires tels que les saponines (Aderibigbe et al., 1997). La saponine est extraite du Lierre Hedera hélix (Araliaceae) et pyrocatechol dans l'exsudat racinaire d'Eragrostis curvula (Poaceae).

III-4/Lutte contre les nématodes et mollusques : III-4-1/ Moyens de lutte contre les nématodes : Dans les systèmes culturaux où les rendements ne correspondent pas aux objectifs fixés. Il est essentiel d'établir un diagnostic, ensuite, des mesures d'intervention adaptées permettront de maintenir les densités des populations au-dessus des niveaux nuisibles. III-4-1-1/ Mesures prophylactiques : La base de lutte contre les nématodes durables est de maintenir un sol sain. Notons que la contamination des graines par Ditylenchus dipsaci est assurée par la dissémination du parasite sur d’autres parcelles. Cette dissémination doit être limitée en réalisant les actions suivantes : commercialiser des semences certifiées ; utiliser du matériel végétal sain ou traité ; éviter le transport de terre ; maintenir des parcelles propres (éliminer les résidus de culture et les mauvaises herbes qui peuvent être des hôtes aux nématodes) ; gérer activement la biologie du sol en utilisant des pratiques de travail minimum de ce dernier. Des rotations culturales dans lesquelles des plantes sensibles alternent avec des plantes non hôtes (Cauble et Esquibet, 1995). L’utilisation des variétés résistantes aux nématodes (Sikora et al., 2005). A une interdiction d’exportation des produits agricoles (si les échantillons contiennent des nématodes de quarantaine) du fait du statut de quarantaine de certaines espèces de nématodes afin de ne pas les introduire dans le pays (Blanchard, 2006). Nettoyer le matériel après un travail dans une parcelle contaminée (Caporalino-Djian et al., 2009).

III-4-1-2/ Méthodes de lutte biologique : Il existe de façon naturelle dans le sol, un nombre relativement important de microorganismes, champignons qui parasitent ou se nourrissent des nématodes ou bien qui réduisent les populations de ces derniers par leur comportement antagoniste (Siddiki et Irshad, 1996).

~ 105 ~

Synthèse bibliographique

L'inconvénient d’utiliser cette technique réside dans les contraintes liées à son utilisation pratique : formulation, stockage et son maintien dans le sol et les conditions particulières pour son implantation dans le sol (pH, salinité, nombre et pouvoir compétitif des antagonistes) (Carpolino-Djian et al., 2009).

III-4-1-3/ Utilisation des plantes nématicides : Plus de 200 espèces de plantes sont signalées pour leurs propriétés nématicides. Les substances actives peuvent être exsudées au niveau racinaire et agir soit en inhibant la pénétration des juvéniles, l’éclosion des oeufs, soit en empoisonnant les nématodes (Caporalino-Djian et al., 2009).

Des études ont également porté sur l'activité nématicide des extraits des plantes (Tableau 4) ou des huiles essentielles (Oka et al., 2000). L'éventail des substances testées durant ces dernières années comprend des huiles végétales de certaines espèces de la famille des Lamiaceae, telles que : Origanum compactum, Thymus vulgaris, Origanum vulgare.

En Algérie, des études de Belaib (2007) et Saadi (2008) ont porté sur l’efficacité des extraits de plantes : Artemesia herba alba (Asso.) (Asteraceae), Ruta graveolens (Rutaceae), Ocimum basilicum (Lamiaceae), Tagetes patula (Asteraceae), Melia azedarach (Meliaceae), Lantana camara (Verbenaceae) qui présentent une activité nématicide et le pourcentage de mortalité augmente lorsque la concentration et la période d’exposition augmentent.

III-4-1-3/ Lutte chimique : L’application des produits chimiques est difficile, de plus ils sont coûteux et toxiques (Caporalino-Djian et al., 2009). Les plus utilisés sont les fumigants du sol, les nématicides organophosphorés et les carbamates qui sont aussi des insecticides. Cependant, leur toxicité pour l’environnement réside dans les débris toxiques et dans les parties comestibles de la plante (Blanchard, 2006).

~ 106 ~

Synthèse bibliographique

Tableau 4 : Approche de l'effet nématicide : *D'après Regnault-Roger, 2002, biopesticides d'origine végétale, Tec & Doc.

ESPECE Mécanismes d'action supposés Références Ricin* Quelques larves pénètrent mais ne Nombreuses. Action sur se développent pas. Exsudat M. incognita et racinaire toxique. M. arenaria. (Regnault- Les amendements de feuilles ou de Roger, 2002) tourteaux sont nématicides (ricine). Sésame* Non hôte de M. incognita et Assez nombreuses. (Regnault- mauvais hôte de M. arenaria. Roger, 2002) Exsudat racinaire toxique (acide aminé). Les amendements de feuilles ou de tourteaux sont nématicides Radis fourrager Les Brassicacées sont Pas de références « Boss » essentiellement connues pour leur Radis fourrager action « Commodores » sur Heterodera schachtii (nématode de la betterave). L'entreprise Peterson revendique une action du radis "Boss" sur Meloidogyne spp.. Sorgho bicolor Plante résistante à M . incognita et Hagan et al., 1998 – M. arenaria. Ritzinger, 1997. Les amendements de feuilles séchées réduisent les populations de juvéniles L2 de Meloidogyne spp. Tagetes patula Exsudat racinaire toxique (bithienyl Très Nombreuses. (Regnault- et α–terthienyl). Roger, 2002) L'enfouissement de fleurs et feuilles broyées diminue la population de nématodes. Mélilot blanc Les tiges et les feuilles contiennent Rares. de la coumarine.

Parmi les espèces testées, certaines ont montré une action nématicide dans de nombreux essais : ricin, sésame et tagetes. D'autres ont été jusqu'à présent peu étudiées pour leurs potentialités de plantes nématicides : Sorgho bicolor, mélilot blanc. Enfin, les radis fourragers sont testés sans référence, mais avec une préconisation du semencier. Ils présentent l'avantage d'être facilement accessibles.

~ 107 ~

Synthèse bibliographique

III-4-1-4/ Lutte intégrée : La lutte intégrée consiste à l’emploi combiné et raisonné de toutes les méthodes pouvant exercer une action régulatrice sur les divers ravageurs d’une culture de façon à maintenir à un niveau assez bas leur population, pour que les dégâts occasionnés soient économiques et tolérables (Roger, 1990). De plus, l’utilisation des variétés résistantes est à l’heure actuelle, l’alternative la plus fiable, la plus rentable pour réduire les populations des nématodes phytophages sous le seuil de nuisibilité (Castagnone-Sereno, 2011). Il est impératif d’utiliser une combinaison de méthodes. La rotation des cultures est une lutte efficace contre les mauvaises herbes de même que l’utilisation des bulbes et des semences certifiées, ainsi que la lutte chimique (Whitehead, 1998).

III-4-2/ Moyens de lutte contre les mollusques : Les mollusques sont des vecteurs fuyants, leurs habitats aquatiques sont constamment modifiés, certains molluscicides n’épargnent pas les poissons, base importante de l'alimentation. Des méthodes écologiques peuvent être utilisées comme l’asséchement périodique des canaux d’irrigation, la destruction des végétaux dont se nourrissent les mollusques. L'utilisation des mollusques compétiteurs des hôtes intermédiaires a fait ses preuves dans certaines régions, mais reste aléatoire. L’utilisation des prédateurs est actuellement testée : Anatidae (canards) et mollusques carnivores (ANOFEL, 2014).

L’Algérie est l’un des huit (8) pays (Iran, Tunisie, Maroc, Turquie, Inde, Jordanie, Liban et L’île de Maurice) à avoir élaborer, exécuter et réussir un processus d’élimination de la bilharziose à S. haematobium dans le monde (Barkia et al., 2011 ; WHO, 2013).

III-4-2-1/Moyens de lutte chimique : La stratégie est basée sur le contrôle des mollusques (hôtes intermédiaires), à l’aide des produits molluscicides tels que le niclosamide et la chimiothérapie mais elle est insuffisante compte tenu des ré-infections constantes liées à l’absence d’amélioration des conditions d’hygiène (Tchuem, 2006).

~ 108 ~

Synthèse bibliographique

a- Molluscicides de synthèse : Parmi les agents molluscicides de synthèse (Marston et Hostettmann, 1985; Perrett et Whitfield, 1996), on retrouve des molécules tels que : a-1/ Niclosamide: Il est utilisé comme molluscicide de référence depuis 1960 (Figure 32) , très active à tout les mollusques (Khallaayoune et al., 1998).

Figure 32: Structure de Niclosamide (Khallaayoune et al., 1998). a-2/ Sodium penta chlorophenate (Na PCP):

Les agents molluscicides de synthèse sont déversés en grande quantité dans les foyers d'endémie et posent d'énormes problèmes à l'environnement par leur impact néfastes sur l’écosystème aquatique dans lequel, ils sont employés (les produits chimiques qui tuent les mollusques tuent aussi les poissons; comme le B-2 et le sulfate de cuivre (Marston et Hostettmann, 1985; Adewunmi, 1991).

III-4-2-2/Moyens de lutte biologique : a- Molluscicides naturels : Les molluscicides naturels d’origine végétale sont d’une actualité croissante en vue d’une application éventuelle comme moyen de lutte et de contrôle de la schistosomiase. Ils pourraient offrir un double avantage sur les molluscicides de synthèse, car ils sont moins polluants (produits naturels biodégradables) et plus économiques (produits purifiés à base des extraits de plantes locales). Les molécules naturelles pourraient aussi offrir des structures guides pour le développement de nouveaux molluscicide de synthèse (Marston et Hostettmann, 1985; Marston et al., 1993). b- Plantes à visée molluscicide : Les critères prévalent dans le choix de la plante molluscicide ont été fixés par spécifications de l’OMS (OMS, 1965) et puis ils sont modifiées pour les besoins de criblage des substances naturelles (Marston et Hostettmann, 1985; Silva et al., 2005).

~ 109 ~

Synthèse bibliographique

Selon Marston et Hostettmann, 1985; Silva et al., 2005:  l’extrait brut est considéré doué d’activité molluscicide, quand la dose létale 50 (DL50) est inférieur ou égale à 100 mg/ml ;  la plante en question doit croître abondement en zone d’endémie, ou elle peut être facilement cultivée. Les parties employées devraient être régénératives (fruits, feuilles, fleurs) et non pas les racines,  l’extraction des constituants devrait se faire à l’eau, la procédure d’application devrait être simple et non nocive pour l’opérateur,  la plante employée doit avoir une faible toxicité vis-à-vis aux organismes non ciblés, y compris l’homme.  le coût d’exploitation doit être faible.

c- Produits naturels isolés à visée molluscicide : Les molécules à action molluscicide d’origine végétale isolées à ce jour, sont de différents types : triterpènes saponines, spirostanol saponines, sesquiterpènes, iridoides glycosides, naphthoquinones, flavonoïdes, furanocoumarines, (Figure 33) isobutylamides, alcaloïdes, chalcones et d’autres produits secondaires (Maradufu et Ouma, 1978; Marston et Hostettmann, 1985 ; Perrett et Whitfield, 1996).

Figure 33 : Quelques exemples des substances chimiques molluscicides (Marston et al., 1985).

~ 110 ~

Synthèse bibliographique

III-4-2-3/ Lutte malacologique : La présence d’un seul bulin infecté, suscitera une lutte malacologique (physique ou chimique) une fois par an, pendant 3 ans (Hongchang et al., 2002; Zhou et al., 2011). Pour la lutte malacologique des gites positifs, les moments les plus opportuns pour l’application des molluscicides se placeraient après la période de ponte (mois de Mars), et avant que de nombreux jeunes bulins contaminés ne deviennent infestants pour l’homme (début du mois de septembre) (Belkacemi et Belkacem, 2006). La lutte se fera une fois par an, pour les gîtes positifs, pendant 3 ans suivant le model du programme malacologique de la chine (Hongchang et al., 2002; Zhou et al., 2011) ; la lutte n’élimine pas tout les bulins et il se peut que quelques bulins (juvéniles) persistent à faible densité pendant 2 ans (âge approximative des bulins) (Flemming, 1979).

Dans le cas des bassins d’irrigation, un assèchement temporaire des bassins, suivi d’un curage et de l’application de chaux sur les parois peut aboutir à des résultats très satisfaisants; mais ceci à condition de les nettoyer méticuleusement au moins deux fois par an (Janvier et Septembre). Dans le cas des puisards, pour réduire le coût des opérations, on peut éventuellement les couvrir par des grillages pour éviter les contacts homme/eau. Cependant, la solution la plus adéquate, c’est les canaux souterrains, qui permettent d’alimenter en eau les canaux traditionnels au moment de l’irrigation. Grâce à ce moyen, on évite l’installation, la pullulation de B. truncatus et on réduit au maximum les contacts homme/eau (Laamrani et Boelee, 2002).

~ 111 ~

Synthèse bibliographique

IV/Conclusion :

L’impact sanitaire de l’émission des substances chimiques d’origine anthropique dans l’environnement est devenu, en espace de quelques décennies, une préoccupation majeure de la communauté scientifique. Pour appréhender leurs effets, des tests standards de toxicité ont été élaborés et validés selon des normes ISO (International Organization for Standardization).

Les plantes produisent un grand nombre de composés, on ne connaissait pas le rôle pour la plante. Ces composés ne sont pas produits directement lors de la photosynthèse mais ils résultent des réactions chimiques ultérieures, d’où le nom de métabolites secondaires. Des découvertes récentes ont montré qu’un bon nombre d'entre eux ont un rôle défensif pour les plantes. Ils se sont surtout illustrés en thérapeutique et dépassent actuellement 100 000 substances identifiées. Parmi eux : les composés phénoliques, les alcaloïdes et les terpènes. Ces composés se trouvent dans toutes les parties des plantes mais ils sont distribués selon leurs rôles défensifs. Cette distribution varie d'une espèce à l'autre.

Pour lutter contre ces nématodes, les agriculteurs utilisent principalement des produits systémiques tels que les organophosphorés et les carbamates, malheureusement ces produits constituent une menace de pollution pour l’environnement.

Les efforts visant à trouver des nouvelles substances molluscicides sont importants parce que les produits chimiques commerciaux actuellement utilisés pour contrôler les populations des mollusques sont nocifs pour l'environnement, en tuant les organismes non- cibles et l'accumulation dans la chaîne alimentaire.

~ 112 ~

PARTIE EXPERIMENTALE

MATERIEL ET METHODES

Partie expérimentale Matériel et méthodes

1- Objectif : Dans notre pays, le recours aux nématicides chimiques reste le moyen le plus utilisé par les agriculteurs pour désinfecter le sol. Ces produits posent de sérieux problèmes, ils empoisonnent non seulement les plantes mais laissent également des résidus très toxiques pour les consommateurs, et polluent les nappes phréatiques.

On ne peut espérer percevoir et résoudre un problème nématologique en se rendant uniquement sur le terrain. En effet, l'absence des symptômes spécifiques (à l'exception de Meloidogyne) et la faible taille des nématodes, rendent nécessaire le prélèvement d'échantillon sur le terrain et leur analyse ultérieure au laboratoire. La relation étroite entre certaines espèces de parasites et leurs mollusques en tant que hôtes intermédiaires rend le contrôle des populations des gastéropodes d’eau douce, une stratégie efficace pour lutter contre les parasites.

Effet indésirable des molluscicides synthétiques pour les poissons, ainsi que d'autres organismes non ciblés est d'une grande menace pour l'écosystème. Il est nécessaire d’utiliser des molluscicides moins couteux. Molluscicides à base de plantes sont en cours d’évaluation. Les molluscicides végétaux sont en train de gagner une grande importance car ils ne coûtent pas chère, efficaces et sûrs pour non- cible des animaux et culturellement plus acceptables.

La recherche des plantes molluscicides locales était considérée comme plus durable que l'utilisation des synthétiques (Hammami et al., 2011). De nombreuses expériences ont été menées pour trouver des substances molluscicides d’origine végétale qui peut être utiliser à la place des substances actuellement utilisées pour lutter contre les mollusques (Mello-Silva et al., 2010).

Les biopesticides à base des plantes constituent une voie de recherche intéressante vue les avantages écologiques qu’elles présentent. Ces plantes produisent des substances actives biochimiques (Sellami et al., 2010) ; de ce fait, l’objectif de notre travail est de sélectionner des substances biochimiques actives, extraites à partir de vingt et une (21) plantes sahariennes, qui sont testés vis-à-vis aux espèces de nématodes phytoparasites et mollusques d’eau douce.

~ 115 ~

Partie expérimentale Matériel et méthodes

2- Méthodologie de travail : Dans cette optique, la présente étude s’incline sur la recherche des activités biologiques (nématicides et molluscicides) des espèces végétales utilisées dans la pharmacopée traditionnelle du Sud-Ouest Algérien, riches en métabolites secondaires tel que : alcaloïdes, flavonoides, terpénoides, stérols……

Les plantes sont collectées aux environs de la ville de Béchar et Ain Sefra , et elles sont répertoriées selon l’herbier du Laboratoire de Phytochimie et Synthèse Organique (Cheriti, 2000). Les investigations ont porté sur les parties aériennes qui sont d’utilisation courante en médecine traditionnelle locale. Les organes sont séchés à l’air libre à la température ambiante, puis broyés en poudre sur laquelle le criblage phytochimique et les tests biologiques sont réalisés (Bruneton, 2003).

Le présent travail est une continuité des recherches réalisées au niveau du laboratoire de phytochimie et synthèse organique (LPSO-Béchar) ; il s’git de poursuivre l’étude des activités biologiques (nématicide et molluscicide) et phytochimique de vingt et une (21) plantes sahariennes du Sud-Ouest algérien. Au cours de nos investigations, il est à noter que certaines familles de plantes sont plus riches en métabolites secondaires (alcaloïdes, stérols, terpénoides, flavonoides….) que d’autres.

2.1. Présentation de la région d’étude : 2.1.1. Situation géographique : La présente étude a été réalisée sur le site d’échantillonnage de la région de la Saoura, située dans le Sud Ouest algérien. Le site est localisé à coté de la route nationale N°6 (6B et 6C) (La route de la Saoura) (Figure 34) qui se situe en coordonnées GPS (31°44'15.3"N 2°05'03.0"W) (Journal officiel, 1995).

Elle fait partie du domaine administratif des Wilaya de Naama, Béchar et Adrar ; La région d’étude est limitée géographiquement par le grand Erg occidental à l’Est et Sud- Est et les monts des KSOUR au Nord-Est, et le Maroc à l’Ouest (Figure 35).

~ 116 ~

Partie expérimentale Matériel et méthodes

N

50Km

Figure 34 : Localisation et limites géographiques de la zone d’étude (Google Earth, 2015).

Figure 35 : Situation géographique de la zone d’étude (Geographica, 2015).

~ 117 ~

Partie expérimentale Matériel et méthodes

2.2. Choix des stations d’étude et échantillonnage : Le choix des stations d’étude est du type raisonné, dicté par des critères de fiabilité pour l’établissement des prélèvements. Ceci est conforme aux critères de choix des stations d’étude énoncés par Frankie et al., (1974) In Grouzis (1991), à cet effet ; elle doit être suffisamment écartée de la route nationale pour éliminer le facteur perturbation (pour l’échantillonnage des plantes d’étude), elle doit être représentative des classes d’âge de l’espèce (pour les mollusques), elle doit renfermer une certaine abondance des individus (pour les nématodes et les mollusques).

À partir de cela, notre station d’étude se situe dans les régions de LAHMAR (Latitude: 31.9333, Longitude: -2.25971, 31° 55′ 60″ Nord, 2° 15′ 35″ Ouest avec altitude de 929m) ; MOUGHEL (Latitude: 31.6182, Longitude: -2.21432, 31° 37′ 5,697″ Nord, 2° 12′ 51,563″ Ouest avec altitude de 786m) ; BOUKAIS (Latitude: 31.9234, Longitude: -2.46428 31° 55′ 24″ Nord, 2° 27′ 51″ Ouest avec altitude de 839 m), KENADSA (Latitude: 31.5569, Longitude: -2.42334 31° 33′ 25.002″ Nord, 2° 25′ 24.03″ Ouest avec altitude de 750 m) ,BECHAR (Latitude 32.04916, Longitude 31° 37’ 00’’ Nord, -2° 13’ 00’’ Ouest avec altitude de 780m) et AIN SEFRA (Latitude 32.7563 , Longitude 32° 45’ 22.8’’ Nord, 0° 34’ 40.091’’ Ouest avec altitude de 1074m) ( Coordonnées GPS, 2015).

3. Matériel végétal : 3.1. Récolte : Les vingt et une plantes (21) ont été récoltées des régions de Béchar (Boukais, Lahmar, Moughel et Kenadsa) et Naama (Ain Sefra) durant les mois de Février, Mars et Avril (2014-2015) de manière aléatoire. Ces plantes constituent un patrimoine local floristique très important qui n’est en grande partie décrit que d’un point de vue botanique et elles ont été identifiées par Professeur Marouf .A du centre universitaire de Naama et un spécimen de chaque plante a été présenté à l'herbier du laboratoire de phytochimie et synthèse organique (LPSO-Université de Béchar) ; sous des codes selon le tableau 5 (Belboukhari, 2007).

~ 118 ~

Partie expérimentale Matériel et méthodes

Tableau 5 : Présentation de quelques plantes sahariennes étudiées et inventoriées selon l’herbier disponible au laboratoire de phytochimie et de synthèse organique (Cheriti et al., 1995 ; LPSO-Université de Béchar, 2015).

Plantes Noms Code Famille vernaculaire

Anvillea garcini subsp. radiata (Coss. & Dur.) Nogd CA02/01 Asteraceae

Acacia tortilis subsp. radiana (savi) Brenan Talh CA00/37 Fabaceae

Asteriscus graveolens (Forsk.)Less subsp. graveolens Tafs CA00/14 Asteraceae

Calotropis procera Ait Kranka CA04/02 Apocynaceae

Capparis spinosa L Kebbar CA00/04 Capparidaceae

Brocchia cinerea (Delile) Vis. Gurtouf Baida CA06/02 Asteraceae

Datura stramonium Habbala CA00/50 Solanaceae

Euphobia retusa Ammaya CA00/52 Euphorbiaceae

Euphorbia guyoniana Lbina CA00/46 Euphorbiaceae

Gymnocarpos decander El Djefna CA00/22 Caryophyllaceae

Haloxylon articulata (Moq.)Bolos & Vigo Remth CA99/20 Amaranthaceae

Hyoscyamus muticus subsp. Falezlez (Coss.) Maire Lbtima CA00/43 Solanaceae

Lantana camara L Corbeille d'or CA00/44 Verbenaceae

Launaea arborescens (batt.) Murb. Oum Lbina CA00/25 Asteraceae

Launaea nudicaulis (L) Hook f., R’ghama CA05/01 Asteraceae

Ceratolimon feei (Girard) Crespo & Ledo M’leffet CA99/14 Plumbaginaceae Lkhadem

Moricandia arvensis (L.)DC. Krom ejmel CA02/32 Brassicaceae

Pergularia tomentosa Kalga CA00/44 Apocynaceae

Warionia saharae Kebbar l’maiz CA02/07 Asteraceae

Zilla spinosa subsp. macroptera (Coss.) Maire Boukhlala CA99/25 Brassicaceae

Zizyphus lotus subsp. Saharae (Batt &Trab.) Maire Sedra CA00/33 Rhamnaceae

~ 119 ~

Partie expérimentale Matériel et méthodes

Cette méthode a pour but de collecter l'ensemble des plantes matures d’une zone donnée (saharienne), afin de pouvoir les utiliser en criblage biologique. Elle dépend de la saison de la récolte et du nombre d'espèces fertiles sur le site. Elle est rapide et ne nécessite pas d'étude préliminaire particulière. Elle n'offre pas de pré-sélection guidée par des connaissances mais le choix est basé sur la disponibilité et l’utilisation par la population locale.

Pratiquement, c’est une méthode intéressante parce qu’elle est conçue sans a priori et que le criblage biologique sera le seul critère de sélection (Sabrina, 2003).

3.2. Préparation de l’extrait végétal : Après la récolte des plantes d’étude, la partie aérienne entière ou séparée (feuilles, fruits, tiges, rameaux …) est séchée à l’air libre sous l’ombre et à l’abri de l’humidité et dans la température ambiante ; les échantillons ont été ensuite broyés au broyeur électrique jusqu'à l’obtention d’une poudre puis stockée soigneusement.

3.3. Méthode d’extraction: Cette étape consiste à extraire le maximum des molécules contenues dans la partie aérienne de la plante, en utilisant de l’eau distillée et des solvants organiques qui accélèrent et augmentent le rendement d’extraction (Madi, 2009).

3.3.1 Extraction aqueuse : a/ Par macération : On met 20g de poudre de chaque plante d’étude dans 200 ml d'eau distillée en erlenmeyer, puis macéré au froid (à la température ambiante) pendant 24 heures (Photo 23A). Le mélange est décanté et le surnageant est filtré successivement sur du papier filtre Whatman N° 1 (Photo 23B). Les extraits aqueux sont concentrés au rotavapor (Photo 23C) puis sont lyophilisés au lyophilisateur pour calculer les rendements et préparer les concentrations convenables afin de réaliser les essais des activités nématicides et molluscicides. La concentration de ces extraits est exprimée en milligramme d'équivalent de matière végétale séche (mg. eq.mv.) par ml d'extrait soit 1 mg. eq. mv/ml et généralement, les concentrations sont exprimées en mg/ ml et en µg/ml.

~ 120 ~

Partie expérimentale Matériel et méthodes

b/ à Reflux : Une fois broyée, la poudre végétale subisse une extraction par reflux dans l’eau distillée. 20 grammes de la poudre végétale sont mises dans un ballon de 500 ml capacité suffisante de la solution aqueuse (200ml). Le ballon est surmonté par un réfrigérant permettant la condensation des fractions volatiles organiques lors d’extraction. Le mélange est porté à l’ébullition à 100°C pendant 2 heures (Photo 23D). L'homogénat est refroidi et filtré à l'aide d’un papier filtre standard.

Photo 23A : Extraction par macération Photo 23B : Filtration des extraits

Photo 23C : Evaporation au rotavapor Photo 23D : Montage à reflux

~ 121 ~

Partie expérimentale Matériel et méthodes

3.3.2. Extraction sélective : Malgré l’emploi restrictif de l’extraction par solvants organiques en raison de son coût, des problèmes de sécurité et de toxicité, ainsi que la réglementation liée à la protection de l’environnement, l’extraction par solvants organiques reste la méthode la plus pratiquée (Rivera, 2006). Les solvants les plus utilisés à l’heure actuelle sont : méthanol, l’acétone, l’hexane, Ether de pétrole, Ether diéthylique, dichlorométhane, chloroforme, acétate d’éthyl et butanol (Figure 36).

Figure 36 : Protocole d’extraction sélective selon la polarité des solvants.

~ 122 ~

Partie expérimentale Matériel et méthodes a. Dégraissage du matériel végétal : L'extraction sélective a consisté à cibler une famille de composés et à réaliser son extraction selon un mode opératoire précis. Avant cela, il a fallu effectuer un dégraissage de la matière végétale car l'élimination des graisses et des lipides facilite l'accès aux composants de la plante et permet ainsi une bonne extraction sélective. Ce procédé s'est effectué dans un appareil sohxlet, une masse végétale a été mise dans une cartouche. L'hexane a ensuite été versé sur la cartouche de façon à l'imbiber, pour ensuite descendre et remplir les 2/3 du ballon. Le ballon a été porté à reflux pendant trois à quatre heures, le temps que le solvant absorbe toutes les graisses contenues dans la matière végétale (Photo 24). Une fois cette opération est terminée, la matière végétale a été récupérée de la cartouche et séchée dans un cristallisoir. Elle constitue le substrat sur lequel les extractions sélectives seront effectuées.

Photo 24 : Montage à soxhlet pour dégraissage de la matière végétale au laboratoire. b.Protocole d’extraction par système : b.1. Extraction au méthanol/Eau: Dix grammes (10 g) de poudre végétale a été mise à macérer dans un mélange hydro alcoolique (Méthanol-Eau (2/1) ; v/v) au froid. Cette macération est répétée deux fois avec renouvellement de solvant chaque 24 heures (Tableau 6). Les extraits sont ensuite réunis puis filtrés sur papier filtre. Après concentration sous vide, le résidu hydro méthanolique est dilué avec de l’eau distillée. ~ 123 ~

Partie expérimentale Matériel et méthodes

b. 2. Extraction à l’acétone /Eau: Dix grammes (10 g) de poudre végétale ont été mises en soxhlet dans un mélange hydro alcoolique (Eau-acétone (60 /140) ; v/v) à chaud. Cette extraction au soxhlet est répétée 2 fois avec renouvellement de solvant chaque 24 heures (Tableau 6). Les extraits sont ensuite réunis puis récupérés. Après concentration sous vide, le résidu hydro acétonique est dilué avec de l’eau distillée stérile. b. 3. Partitions entre solvants: Cette étape nous a permis la séparation des polyphénols présents dans l’extrait brut du départ : l’éther de pétrole enlève les composés non phénoliques, l’éther diéthylique soutire les acides phénols et les aglycones. Enfin l’acétate d’éthyle acquiert les aglycones qui restent et une partie des flavonoides glycosylés. Les phases éther diéthylique, acétate d’éthyle et la phase aqueuse restante sont évaporées à sec puis elles sont reprises dans 3 ml à 5ml d’eau distillée stérile. Tableau 6 : Les protocoles expérimentaux et les conditions d’extraction végétale. La plante Méthode Solvant utilisé Conditions d’extraction d’extraction

Anvillea radiatta PA A reflux/1h30/ X3 Eau-acétone (60 :140ml) x3 10g/200ml/1h30/ Macération 2h/ X3 Eau –acétone(7 :3) 4fois 10g/50ml E-Ac(35 :15ml)/2h 50ml : ajouter 50ml après Fractionnement :Ether chaque 30mn x4 X3 éthylique-acétate d’éthyl- butanol (20ml/x3). Bubonium graveolens A reflux/1h30/ X3 Eau-acétone (60 :140ml) 10g/200ml/1h30/ PA Macération 2h/ X3 Eau –acétone(7 :3) 4fois 10g/50ml E-Ac(35 :15ml) /2h 50ml : ajouter 50ml après Fractionnement : Ether chaque 30mn x4 éthylique-acétate d’éthyl- butanol (20ml/x3) Launaea arborescens A reflux/1h30/ X3 Eau-acétone (60 :140ml) 10g/200ml/1h30/ PA Macération 2h/ X3 Eau –acétone(7 :3) 4fois 10g/50ml E-Ac(35 :15ml) /2h 50ml : ajouter 50ml après Fractionnement : Ether chaque 30mn x4 éthylique-acétate d’éthyl- butanol (20ml/x3). Launaea naudiculus A reflux/1h30/ X3 Eau-acétone (60 :140ml) 10g/200ml/1h30/ PA Macération 2h/ X3 Eau –acétone(7 :3) 4fois 10g/50ml E-Ac(35 :15ml) /2h. 50ml : ajouter 50ml après Fractionnement : Ether chaque 30mn x4 éthylique-acétate d’éthyl- butanol (20ml/x3). A reflux/1h30/ X3 Eau-acétone (60 :140ml) 10g/200ml/1h30/ Warionea saharae Macération 2h/ X3 Eau –acétone(7 :3) 4fois 10g/50ml E-Ac(35 :15ml) /2h PA 50ml : ajouter 50ml après Fractionnement : Ether chaque 30mn x4 éthylique-acétate d’éthyl- butanol (20ml/x3)

~ 124 ~

Partie expérimentale Matériel et méthodes

Cotula cinera PA A reflux/1h30/ X3 Eau-acétone (60 :140ml) 10g/200ml/1h30/ Macération 2h/ X3 Eau –acétone(7 :3) 4fois 10g/50ml E-Ac(35 :15ml) /2h 50ml : ajouter 50ml après Fractionnement : Ether chaque 30mn x4 éthylique-acétate d’éthyl- butanol (20ml/x3) Zilla macroptera PA Soxhlet /2h/ 14,5g Méthanol-Eau Après évaporation du méthanol 300ml/ X3 (200ml :100ml)/ 120mn fractionné avec : Hexane-éther éthylique-acétate d’éthyl- butanol Moricandia arvensis Soxhlet /2h/ 14,5g Méthanol-Eau Après évaporation du méthanol PA 300ml / X3 (200ml :100ml)/ 120mn fractionné avec : Hexane-éther éthylique-acétate d’éthyl- butanol A reflux/1h30/ X3 Eau-acétone (60 :140ml) 10g/200ml/1h30/ Capparis spinosa Macération 2h/ X3 Eau –acétone(7 :3) 4fois 10g/50ml E-Ac(35 :15ml) /2h PA 50ml : ajouter 50ml après Fractionnement : Ether chaque 30mn x4 éthylique-acétate d’éthyl- butanol (20ml/x3) Haloxylon scoparium A reflux/6h Eau-acétone (1 :2) 300ml 10g/300ml E-Ac/6h PA (100 :200ml) Fractionnement : Hexane-éther éthylique –acétate d’éthyl- butanol Gymnocarpos A reflux/6h Eau-acétone (1 :2) 300ml 100g/300ml E-Ac/6h decander PA (100 :200ml) Fractionnement : Hexane-éther éthylique –acétate d’éthyl- butanol Acacia raddiana PA A reflux/1h30/ X3 Eau-acétone (60 :140ml) 10g/200ml/1h30/ Macération 2h/ X3 Eau –acétone(7 :3) 4fois 10g/50ml E-Ac(35 :15ml) /2h 50ml : ajouter 50ml après Fractionnement : Ether chaque 30mn x4 éthylique-acétate d’éthyl- butanol (20ml/x3) Limoniastrum feei F A reflux /2h/ X3 Acétone-Eau (210 :90ml) 10g/300ml Ac-E(210ml /300ml /2h Acétone-90ml eau)/2h Après filtration Limoniastrum feei T A reflux /2h/ X3 Acétone-Eau (210 :90ml) 10g/300ml Ac-E(210ml /300ml /2h Acétone-90ml eau)/2h Après filtration Limoniastrum feei R A reflux /2h/ X3 Acétone-Eau (210 :90ml) 10g/300ml Ac-E(210ml /300ml /2h Acétone-90ml eau)/2h Après filtration Zizyphus lotus Soxhlet /2h/ 14,5g Méthanol-Eau Après évaporation du méthanol 300ml / X3 (200ml :100ml)/ 120mn fractionné avec : Hexane-éther éthylique-acétate d’éthyl- butanol Calotropis procera Soxhlet /2h/ 14,5g Méthanol-Eau Après évaporation du méthanol 300ml / X3 (200ml :100ml)/ 120mn fractionné avec : Hexane-éther éthylique-acétate d’éthyl- butanol Pergularia tomentosa Soxhlet /2h/ 14,5g Méthanol-Eau Après évaporation du méthanol 300ml / X3 (200ml :100ml)/ 120mn fractionné avec : Hexane-éther éthylique-acétate d’éthyl- butanol

~ 125 ~

Partie expérimentale Matériel et méthodes

Hyoscyamus muticus Soxhlet /2h/ 14,5g Méthanol-Eau Après évaporation du méthanol 300ml / X3 (200ml :100ml)/ 120mn fractionné avec : Hexane-éther éthylique-acétate d’éthyl- butanol Datura stramonium Soxhlet /2h/ 14,5g Méthanol-Eau Après évaporation du méthanol 300ml (200ml :100ml)/ 120mn fractionné avec : Hexane-éther éthylique-acétate d’éthyl- butanol Euphorbia guyoniana A reflux/6h Eau-acétone (1 :2) 300ml 10g/300ml E-Ac/6h (100 :200ml) Fractionnement : Hexane-éther éthylique –acétate d’éthyl- butanol Euphorbia resuta A reflux/1h30/ X3 Eau-acétone (60 :140ml) 10g/200ml/1h30/ Macération 2h/ X3 Eau –acétone(7 :3) 4fois 10g/50ml E-Ac(35 :15ml) /2h 50ml : ajouter 50ml après Fractionnement : Ether chaque 30mn x4 éthylique-acétate d’éthyl- butanol (20ml/x3) Lantana camara Soxhlet /2h/ 14,5g Méthanol-Eau Après évaporation du méthanol 300ml / X3 (200ml :100ml)/ 120mn fractionné avec : Hexane-éther éthylique-acétate d’éthyl- butanol PA: Partie aérienne, X3: operation est répétée trois fois. 3.3.3. Rendement d’extraction: Le rendement d’extraction est calculé par la formule donnée par Falleh et al.,

(2008) : R (%) = (Mext/Méch) x 100 Où : R est le rendement en %; Mext : est la masse de

l’extrait après évaporation du solvant en mg et Méch : est la masse sèche de l’échantillon végétal en mg.

c. Extration des familles des métabolites secondaires : c.1. Extraction des saponosides : Dix grammes de matériel végétal ont été dispersés dans 100 ml de méthanol à 20%. L'extraction a été réalisée dans un bain marie à 55° sous agitation. Cette étape a duré quatre heures, et a été répétée une deuxième fois pour avoir le résidu obtenu après filtration. Les filtrats collectés ont été concentrés jusqu'au volume égal de 40 ml. Une série d'extraction liquide-liquide a ensuite été réalisée. La première s'est faite avec 20 ml d'éther diéthylique en répétant l'opération. Après l'élimination de la phase éthérique, une deuxième extraction liquide-liquide par le n-butanol a été entamée : 40 ml de n-butanol ont été ajoutés à la phase aqueuse obtenue après l'extraction par l'éther.

~ 126 ~

Partie expérimentale Matériel et méthodes

Cette extraction a été répétée trois fois, après la phase n-butanol a été lavée deux fois par 20 ml de solution de NaCl à 5% et concentrée jusqu'à l'obtention d'un résidu sec (Edeoga et al., 2005). c. 2. Extraction des tanins : Pour réaliser cette extraction, une masse de 200g de matière végétale dégraissée a été mise dans un ballon de 2L, puis a été diluée avec un mélange de 800ml acétone/eau (7:3, v /v). Le mélange a ensuite été laissé en macération pendant 4 jours à la température ambiante avec une agitation d’un temps à l’autre. Le macérât obtenu a été filtré avec un papier filtre, et l’acétone évaporé à l’aide d’un rotavapor. La phase aqueuse a été extraite respectivement avec le dichlorométhane pour épuiser les traces de chlorophylle et avec l’acétate d’éthyle (4x50ml) ; (2x50ml). La phase organique obtenue a été traitée avec du NaSO4, puis filtrée et concentrée à sec. d.Extration par partage liquide-liquide : d.1. Extraction liquide-liquide: Cette étape repose sur la spécificité et la polarité des solvants organiques vis-à vis des molécules séparées contenues dans le résidu obtenu. Une extraction avec de l’éther diéthylique a ensuite été réalisée en utilisant une ampoule à décanter qui a permis de séparer les deux phases (aqueuse et éthérique). 80 ml d’éther diéthylique ont été ajoutés à la phase aqueuse dans l’ampoule à décanter (Photo 25). Après agitation et dégazage, les deux phases ont été séparées en mettant la phase aqueuse et la phase organique dans deux bechers différents, la phase aqueuse a été remise dans l’ampoule à décanter où même volume d’éther diéthylique a été ajouté pour la deuxième fois. Après agitation et dégazage, les deux phases ont été séparées en mettant la phase organique dans le bécher contenant la première phase organique préalablement extraite. La phase organique a ensuite été évaporée à sec par rotavapor. Un test positif est révélé par l’obtention d’un résidu gras (Nelmin et Brunel, 1995).

~ 127 ~

Partie expérimentale Matériel et méthodes

Photo 25 : Extraction par partage liquide –liquide en ampoule à décanter de quelques extraits végétaux. d.2.Partage à l’acétate d’éthyle: C’est un solvant qui entraîne les mono-o-glycosides et partiellement les di- oglycosides. Le même volume de solvant est ajouté au volume de la phase aqueuse (Madi, 2009). Les parties aériennes sont séchées à l'air libre, grossièrement pulvérisées puis réduites en poudre fine. Les solutions extraites sont réunies et le mélange est soumis à une évaporation sous vide et aux températures convenables vis-à-vis aux solvants. La solution ainsi obtenue est traitée par l'éther nous donnant ainsi deux (2) phases: une phase aqueuse ; une phase éther diéthylique (Figure 37).

La phase aqueuse est à nouveau épuisée par l'acétate d'éthyle. Nous avons obtenu : une phase acétate d'éthyle et une phase aqueuse ; La phase aqueuse résiduelle est enfin épuisée par le n-butanol. Nous avons obtenu une phase aqueuse résiduelle et une phase butanolique. La phase butanolique est évaporée à sec et l'extrait est repris par l'eau distillée. ~ 128 ~

Partie expérimentale Matériel et méthodes d.3.Partage au butanol: Ce solvant va entrainer essentiellement le reste des di-o-glycosides, les tri- oglycosides et les C-glycosides. Après évaporation à sec, les différents résidus ont été repris par du DMSO afin d’effectuer le cribage biologique (Figure 37).

Figure 37 : Protocole de fractionnement par partage selon la polarité des solvants organiques.

~ 129 ~

Partie expérimentale Matériel et méthodes

3.4. Screening phytochimique des plantes : Le screening phytochimique permet de mettre en évidence les métabolites secondaires des espèces végétales étudiées. L’extraction et la révélation de ces composés font appel à un ensemble de solvants et de révélateurs :  Méthanol pour l’extraction des flavonoïdes, des alcaloïdes et des tanins ;  Hexane pour les terpènes ;  Eau pour les saponines.

Les révélateurs utilisés pour la mise en évidence de ces substances sont : - Réactifs de Dragendorff, de Mayer et d’iodoplatinate pour les alcaloïdes (Randerath, 1971) ; - Chlorure de fer (FeCl3) à 1% dans le méthanol pour la détection des tanins (Rizk, 1982) ; + - Vapeurs de NH4 pour détecter les coumarines ; - Calcul de l’indice de mousse pour la recherche des saponines. Ces techniques et méthodes permettent de détecter, dans les extraits de la plante, la présence des produits appartenant à des classes de composés physiologiquement actifs.

3.4.1. Alcaloïdes : La présence des alcaloïdes a été mise en évidence par deux tests différents : les tests de Mayer et de Dragendorff (Randerath, 1971) car certains alcaloïdes peuvent être sensibles à certains tests et non détectables par d’autres. a-Test de Mayer : À une quantité de 0,5 g du matériel végétal sec broyé, on ajoute 15 mL d’éthanol (70%) et dans le but de détruire les parois cellulaires et libérer tous les constituants qui baignent dans la vacuole, une agitation est effectuée pendant 15 mn. Ensuite, les extraits sont laissés en agitation magnétique pendant toute la nuit. Après une décantation complète, on le filtre sur papier filtre. L'extrait est évaporé à sec dans le rotavapor. Le résidu récupéré dans quelques millilitres de HCl (50%) est ensuite transvasé dans deux tubes à essai ; l'un est utilisé comme témoin et à l'autre, on ajoute le réactif de Mayer (Figure 38A). L'apparition de précipité blanc traduit la présence des alcaloïdes (Majob et al., 2003).

~ 130 ~

Partie expérimentale Matériel et méthodes

3.4.2. Saponosides : Dans un bécher, on ajoute 100 mL d’eau distillée à une quantité de 2 g de matériel végétal sec, puis la solution est portée à ébullition pendant 30 min. Après refroidissement, on filtre la solution sur papier filtre, et on ajuste le filtrat à 100 mL avec de l'eau distillée. Une série de 1 à 10 mL de filtrat est placée dans 10 tubes à essai et additionnée de 10 mL d’eau distillée. Une agitation violente et horizontale a été faite pendant 15 secondes pour chaque tube. Après 15 mn de repos, on mesure la hauteur de mousse résiduelle (en cm) dans chaque tube (Figure 38A).

La présence des saponines est indiquée par un indice de mousse supérieur à 100. Ce dernier est calculé selon la relation suivante : I = La hauteur de la mousse dans le 9ème tube x 10/0,09. Méthode 2 :(test d’émulsion) 5 gouttes d’huile d’olive sont ajoutées à 1ml d’infusé dans un tube à essai et la mixture est agitée vigoureusement. La formation d’une émulsion stable indique la présence de saponoside. (Mamadou, 2005).

3.4.3. Tanins : Une quantité de 1,5 g du matériel végétal sec a été placée dans 10 mL de méthanol à 80% est agitée durant 15 mn puis filtrée sur papier filtre. On ajoute quelques gouttes du chlorure ferrique (FeCl3) à 1% à l'extrait méthanolique déjà préparé. En présence de tanins galliques et ellagiques, on observe une coloration bleue noire, alors qu'en présence des tanins catéchiques cette coloration est brune verdâtre (Figure 38A) (Rizk, 1982 ; Karumi et al., 2004). 3.4.4. Terpènoïdes : A une quantité de 1 g du matériel végétal broyé, on ajoute 5 ml d'hexane, puis une agitation pendant quelques minutes a été faite. Après une agitation de 30 min et une filtration, la migration du filtrat a été effectuée sur une plaque préparative de gel de silice, le solvant utilisé est le benzène. Après migration, la plaque est pulvérisée avec le chlorure d'antimoine puis mise à l'étuve à 110°C pendant 10 min (Figure 38B). Toute fluorescence décelée après ce traitement prouve que le matériel testé contient des terpènoïdes (Randerath, 1971). ~ 131 ~

Partie expérimentale Matériel et méthodes

Les métabolites végétaux

Saponosides Tanins Alcaloïdes

0,5 g du matériel 2g de poudre 1,5 g de poudre végétal + 15 mL végétale + 100 ml végétale + 10 mL de d’éthanol (70%) d’eau distillé méthanol à 80%

Agitation pendant Porter à ébullition Épuisement 15min pendant 30 min pendant 30min

Filtration Filtration Filtration

Traitement de 2 ml Alcalinisation par Agitation forte de 6 ml de la solution de la solution avec NH3 aqueuse quelques gouttes du

FeCl3 à 1%

Extraction avec Repos de 15 20ml de CHCl3 minutes. Coloration bleur

noir ou brune

verdâtre Evaporation à sec Mesurer la hauteur de la mousse

Ajouter de 2ml HCl dilué

Ajout de quelques gouttes du réactif

de Mayer

Précipité blanc

Figure 38A : Protocole du criblage phytochimique (alcaloïdes, saponosides et tanin).

~ 132 ~

Partie expérimentale Matériel et méthodes

Les métabolites végétaux suite.

Terpénoides Flavonoïdes

1g de poudre 1 g du matériel végétal + 20ml de végétal + 5 ml méthanol d'hexane

Une agitation de 30 Ajouter de quelques copeaux de magnésium min et une filtration,

HCl concentré goutte à La migration du filtrat, goutte à 3 ml de la solution Le solvant utilisé est le benzène

Coloration avec Pulvériser avec le chlorure effervescence qui peut

d'antimoine être rouge brique ou violette

Mise à l'étuve à 110°C pendant 10 min

Figure 38B : Protocole du criblage phytochimique (terpénoides et flavonoides).

~ 133 ~

Partie expérimentale Matériel et méthodes

3.5. Screening phytochimique des extraits : La réalisation des extraits a permis d’effectuer un criblage phytochimique qualitatif des extraits de chaque plante. Cette étape consiste à l’épuisement de la matière végétale par des solvants à polarités croissantes, permettant une détection qualitative des composés chimiques présents dans les extraits de la plante. Pour l’étude tri-phytochimique, plusieurs extractions ont été réalisées selon le protocole mis au point par Nemlin et Brunel (1995). Les extraits bruts ont été obtenus par extractions successives, avec des solvants à polarités croissantes (Hexane, éther de pétrole, ether diéthylique, Dichlorométhane, chloroforme, acétate d’éthyle et butanol).

Pour l’extraction aux solvants, 20g de poudre obtenue de drogue ont été dissout dans 60 ml du premier solvant. L’ensemble a été homogénéisé par agitation automatique pendant 15 min. La mixture a été filtrée par la suite. Le filtrat obtenu a été nommé filtrat hexanique1. Sur les marcs résiduels, 60 ml d’héxane ont été ajoutés ; après 10 min d’agitation puis filtration, le filtrat héxanique 2 a été obtenu. La même opération a permis d’obtenir le filtrat hexanique 3. Ces trois filtrats ont été regroupés et concentrés à 30 ml sur un rotavapor. Cette série d’opération a conduit à une solution concentrée que nous avons appelé extrait hexanique. La même opération a été reprise avec les autres solvants organiques et a donné les autres filtrats.

Pour préparer l’extrait aqueux, 5g de la poudre sèche de la drogue ont été infusés dans 50 ml d’eau distillée, pendant 15 minutes. L’infusé a été filtré pour produire l’extrait aqueux. Pour préparer l’extraits éthérique, on introduits dans un erlen ,20 g de la poudre de la plante et 60 ml d’éther d’éthylique. L’ensemble est homogénéisé par agitation manuelle pendant 30 min. Après filtration du mélange, le filtrat obtenu est nommé filtrat éthéré 1.

Le marc résiduel est extrait avec 60 ml d’éther d’éthylique, après 30 min d’agitation, le mélange est filtré et conduit au filtrat éthéré 2. La même opération a permis d’obtenir le filtrat éthéré 3. Ces 3 filtrats ont été regroupés et concentrés sous vide à 50ml. L’extrait obtenu est appelé extrait éthérique. Après épuisement à l’éther d’éthylique, le marc résiduel a été séché et conservé à l’extraction ultérieure. Les différents tests qualitatifs ont été effectués sur tous les extraits : aqueux et organiques.

~ 134 ~

Partie expérimentale Matériel et méthodes

3.5.1. Alcaloïdes : Pour déterminer la présence des alcaloïdes bases, un test a été effectué sur l’extrait éthérique. 10 ml de l’extrait éthérique a été évaporé, le résidu a été dissolué dans 1.5 ml d’HCL à 2% puis traiter avec quelques gouttes du réactif Mayer. La présence d’un précipité blanc jaunâtre indique la présence des alcaloïdes bases. (Nemlin et Brunel, 1995). Observation : Présence de turbidité ou précipitation. (+) est enregistré si le réactif produit une légère opacité. (++) est enregistré si le réactif produit une turbidité et non une floculation. (+++) est enregistré si le réactif produit une floculation ou un précipité lourd.

3.5.2. Coumarines : Un test simple à été effectué, il consiste à évaporer 3 ml de l'extrait éthérique. Le résidu est traité avec 1ml d’eau à chaud. Diviser le volume en deux. 0,5 ml est traité avec

NH4OH (10%) et l’autre sert comme témoin. L’apparition d’une fluorescence intense UV (ʎ= 365nm) indique la présence des coumarines. 3.5.3. Saponosides : La présence des saponosides a été déterminée qualitativement dans l’extrait aqueux, par la réalisation d’un décocté. 5g de poudre dans 100ml d’eau distillée a été porté à reflux dans un chauffe-ballon, après ébullition, la température a été abaissée et la décoction a duré 30 minutes. Un volume de 65ml de décocté filtré a été récupéré et ajusté à 100ml. À partir de cette solution mère, 9 tubes à essai ont été préparés : Le premier tube avec un contenu de 1ml de solution mère et complété jusqu’à 10ml avec 9ml d’eau distillée, le deuxième tube avec 2ml de solution mère et 8ml d’eau distillée. Répéter l’opération jusqu’au 9ème tube. La mise en évidence des saponosides dans les extraits éthérique et méthanolique a été réalisée par l’addition de 10ml d’eau distillée dans deux tubes contenant respectivement 5ml de l’extrait éthérique et 5ml d’extrait méthanolique. Chacun des tubes a été agité manuellement et horizontalement pendant 2 minutes. Une hauteur de mousse persistante, supérieure à 1cm indique la présence de saponosides (Igwe et al., 2010).

~ 135 ~

Partie expérimentale Matériel et méthodes

3.5.4. Tanins : La préparation d’un infusé à 5% permet de prouver la présence ou l’absence de tanins. La solution à analyser consiste en 5g de poudre projetés dans 100ml d’eau distillée contenue dans un erlenmeyer de 250ml. Après une infusion de 15mn, l’infusé a été filtré et complété à 100ml avec de l’eau distillée. 2ml de la solution à tester ont été prélevés et mis dans un tube à essai auquel

2 à 3 gouttes de solution de FeCl3 à 2% ont été ajoutés. Un test positif est révélé par l’apparition d’une couleur bleue-noire et d’un précipité après un repos de quelques minutes (Karumi, 2004).

3.5.5. Flavonoïdes : Un infusé à 5% a également été préparé pour la mise en évidence des flavonoïdes qui sont extractibles par l’alcool ou l’eau chaude, et peu solubles dans l’eau froide. Après l’obtention de l’infusé, Les flavonoïdes ont été recherchés par la réaction à la cyanidine : 5 ml d’extrait alcoolique a été traité avec quelques gouttes d’HCL concentré et 0.5 g de tournures de magnésium. La présence des flavonoïdes est mise en évidence si une couleur rose ou rouge ou violette se développe au bout de 3 minutes (Hariri et al., 1991).

3.5.6. Stérols et triterpènes : L’extrait à tester a été obtenu à partir d’un gramme de poudre et 20ml d’éther diéthylique. Après macération de 24h l’extrait a été filtré et complété à 20ml avec de l’éther diéthylique. Après avoir évaporé à sec 10 ml de l’extrait, le résidu a été dissout dans 1ml d’anhydride acétique puis à 1ml de chloroforme.

Ensuite le mélange a été partagé dans deux tubes à essai, le premier servant de témoin, et le deuxième auquel 1 à 2ml de H2SO4 concentré ont été ajoutés à l’aide d’une pipette. À la zone de contact des deux liquides, s’il y a eu la formation d’un anneau rouge brunâtre ou violet, la couche surnageante devenant verte ou violette, la présence de stérols et triterpènes sera révélée.

~ 136 ~

Partie expérimentale Matériel et méthodes

3.6. Séparation de l’extrait organique neutre : a- Chromatographie sur couches minces : Principe : Cette méthode se base sur la séparation des différents constituants d’un extrait selon leur force de migration dans la phase mobile qui est en général un mélange de solvants, adopté au type de séparation recherché, et leur affinité vis-à-vis de la phase stationnaire qui peut être un gel de polyamide ou de silice. Elle nous a permis d’avoir les empreintes du contenu moléculaire de l’extrait végétal (Madi, 2009). Une étape préliminaire a été effectuée en utilisant la CCM à base de silice d’une épaisseur de 0,25 mm dans le but de choisir le ou les meilleurs solvants de séparation de l’extrait neutre (Figure 39). La visualisation de ces plaques a été faite sous lampe UV (365 nm et 254 nm) après un séchage. Les essais de CCM sont réalisés sur nos extraits : les extraits aqueux; et l'extrait organique de l’hexane au n-butanol. 20 mg de chaque extrait est solubilisé dans 1ml d'eau distillée pour les extraits aqueux, et dans un mélange eau/méthanol (1/1, v/v) pour l'extraits eau/méthanol et eau/acétone, alors que les autres extraits organiques ont été solubilisé dans 1ml du méthanol. Les témoins utilisés sont: l'acide gallique et la quercétine, préparés à 0.1 % dans le méthanol. Les éluant testés sont essentiellement:

 (Acétone, Toluène, acide formique) (C3H6O : C7H8 : CH2O2) (6 :8 :1)

 (Chloroforme, Butanol) (CHCl3 : C4H10O) (7 :3).

 (Acétone, Toluène, acide formique) (C3H6O : C7H8 : CH2O2) (10 :8 :3).

 (Hexane, Acétate d’éthyl, Acétone) (C6H14 : C4H8O2: C3H6O) (5 :3 :2)

 (Hexane, Chloroforme, Acétate d’éthyl) (C6H14 : CHCl3 : C4H8O2) (10 :10 :5).

 (Acétate d’éthyl, Chloroforme, acide acétique) (C4H8O2 : CHCl3 : C2H4O2) (10 :9 :2)

 (Butanol, acide acétique, eau) (C4H10O : C2H4O2: H2O) (6 :1.5 :2.5).

Après migration du système sur la plaque CCM et le séchage de ces plaques, la visualisation est effectuée sous une lampe UV, en utilisant deux longueurs d’onde : 365nm et 254nm et de pulvariser avec certains révélateurs polyvalents tels que KOH, NH3, FeCl3,

AlCl3 et/ou le réactif : vanilline sulfurique (à titre confirmatif de certains tests).

~ 137 ~

Partie expérimentale Matériel et méthodes b. Rapport frontal (Rf): Les indications que peut apporter ce facteur constituent une donnée importante pour tout phytochimiste. En effet, la fluorescence permet de distinguer une flavone d’un flavonol, les valeurs des Rf effectués sur des systèmes chromatographiques spécifiques ou conventionnels peuvent si elles sont bien utilisées, apporter beaucoup d’indications. Ce dernier point permet effectivement de classer les composés à analyser selon la nature des substituants présents sur ces squelettes. La valeur de Rf est définie comme suit :

Rf= Hauteur de la tache / Hauteur du front du solvant L'interprétation qualitative des chromatogrammes s'effectue par la détermination des facteurs de rétention Rf. La position finale da la tache (ou spot) est caractéristique de la molécule. On l’attribue une valeur, Elle dépend de la composition de l'éluant utilisé. Ce Rf est le rapport de la distance parcourue par le composé divisé par la distance parcourue par l’éluant.

Figure 39 : Eléments d’une séparation chromatographique sur couche mince. (Chavanne, 1991).

3.7. Préparation des concentrations : Quatre concentrations différentes (C1 = 1mg/ml, C2 = 0.75mg/ml, C3=0.50mg/ml et C4 = 0.25mg/ml) des extraits aqueux de chaque plante sont utilisées. Chaque concentration est complétée à 10 ml d’eau distillée stérile sont mises sous agitation magnétique pendant cinq minutes. L’extrait ainsi obtenu est filtré sur papier Wathman n°1.

~ 138 ~

Partie expérimentale Matériel et méthodes

4. Matériel animal : 4.1. Les nématodes phytoparasites : Pour les identifier et les dénombrer, les nématodes doivent être extraits du sol et du matériel végétal qu'ils parasitent. Il importe aussi à vérifier; que le nématode parasite activement. 4.1.1. Echantillonnage des sols infestés par les nématodes : Dans notre étude, nous avons choisi dix (10) champs de cultures d’après les enquètes réalisées au niveau des services de protection des végétaux ( INPV-Alger El Harrach, SRPV ORAN-Misereguine et SRPV-Mascara) (Annexe I) , cinq échantillons des sols de culture de pomme de terre et cinq des cultures de céréales sans rotation (sans changement de culture de plus de trois saisons), les zones d’échantillonnage avec les cordonnées GPS et la fréquence d’échantillonnage sont regroupées sur le tableau 7.

4.1.2. Echantillons d'enquête faunistique : On cherche dans ce cas, dans une région limitée, à déterminer quels sont les nématodes associés à une culture donnée (par exemple céréales : orge, blé dur ou pomme de terre, tomate,…..). On ne prête alors que peu d'attention à la symptomatologie. L'essentiel est de prélever un nombre important d'échantillons répartis sur toute la surface prospectée (Tableau 7).

4.1.3. Techniques de prélèvement des échantillons : Un échantillon est constitué par une certaine quantité de terre, de l’ordre de 1 litre prélevée à proximité d'une plante (autour des racines). Cet échantillon, dès son prélèvement est recueilli dans un sac·en matière plastique, puis fermé hermétiquement de façon à éviter le dessèchement ; lorsque la partie végétale de l'échantillon est constituée uniquement par des racines, elle peut être placée dans le même sac que la terre ; le tri sera fait au moment de l'analyse. Chaque échantillon reçoit un numéro ratérialisé par un ticket et tiré d'un carnet à souche où sont consignées toutes les indications utiles concernant le prélèvement: lieu, date, plante, état de la culture, nature du sol, humidité, etc (Annexe II).

~ 139 ~

Partie expérimentale Matériel et méthodes

Tableau 7 : Présentation des zones d’échantillonnage des sols infestés par les nématodes à kyste.

Région d’échantillonnage Coordonnées Type de Type de Nombre Date GPS culture culture d’échantillon d’échantillonnage actuelle précédante Oran1 Sidi Marouf 35°41'15.25"N Pomme de Tomate 10 Mars 2013 0°32'57.91"W terre Oran2 Misserghin 35°35'6.74"N Pomme de Orge 05 Octobre 2013 0°46'20.27"W terre Oran3 Bir El Djir 35°43'42.59"N Pomme de Pomme de 05 Février 2014 0°33'14.93"W terre terre Mascara 1-Tighennif 35°23'56.04"N Céréales Blé 10 Mai 2014 0°19'53.93"E Mascara2- 35°35'8.26"N Céréales Tomate 20 Aout 2014 Mohammadia 0°03'44.94"E Alger -Réghaia 36°43'51.45"N Céréales Céréales 08 Février 2015 3°20'35.79"W Tipaza-Koléa 36°38'10.49"N Pomme de Pomme de 06 Mars 2015 2°47'13.53"E terre terre Boumerdes-Sidi Daoud 36°51'20.18"N Céréales Tomate 10 Aout 2015 3°51'29.89"E Bouira –Ain Bessam 36°24'0.85"N Pomme de Timate 05 Septembre 2015 3°43'23.52"E terre Bouira -Lakhdaria 36°34'8.391"N Céréales Timate 10 Septembre 2015 3°35'40.52"E

4.1.4. Collecte des échantillons de sol : D’une manière générale, il est recommandé d’éviter de collecter des échantillons de sol trop sec ou trop humide. Nous avons divisé les très grandes surfaces (supérieures à 1 hectare) en parcelles élémentaires d’un hectare pour l’échantillonnage. Prendre ensuite dix (10) sous-échantillons et les rassembler pour former un échantillon composite de 1 à 2 kg. Prélever le sous-échantillon au niveau de la zone racinaire à l’aide d’une truelle, d’une gouge et d’une pelle, puis nous avons refermé hermétiquement le sachet en plastique et nous l’avons étiqueté clairement et systématiquement contenant l’échantillon.

Les nématodes sont très fragiles et périssables, et il est important de leur apporter les soins appropriés pour les conserver dans des bonnes conditions.

~ 140 ~

Partie expérimentale Matériel et méthodes

Après l’échantillonnage, les échantillons devraient être placés dans une glacière ou empaquetés dans des boites en carton solide et placés au frais à l’ombre. S’il est impossible de procéder aux analyses immédiatement, les échantillons peuvent être conservés dans un réfrigérateur (approximativement 10°C) jusqu’à 2 semaines.

4.1.5. Extraction des nématodes : L’étape suivante consiste à extraire les nématodes des échantillons. Cette extraction doit être réalisée le plus vite possible après la collecte des échantillons pour éviter leur détérioration dans le temps.

a.Choix de la méthode d’extraction :

Le choix de la méthode d’extraction dépend de conditions techniques et matérielles disponibles, du type de l’échantillon et des espèces de nématodes présentes. Quelques méthodes d’extraction sont plus adaptées à certaines espèces de nématodes tandis que d’autres sont plus générales.

b.Extraction à partir d’un sol sec : b-1/Extraction des nématodes à partir des sols : Appareil de Fenwick (MOA 019 version 1a, 2011) : L’appareil est rempli d’eau à ras bord. Le sol séché est entraîné à l’aide d’un jet d’eau au travers du tamis supérieur de maille 1 à 2 mm, puis vers un entonnoir qui plonge dans le corps de l’appareil. Les kystes flottent et sont entraînés par débordement dans la collerette de récupération, sous laquelle est placé un tamis de 250 μm. L'apport d'eau est maintenu jusqu'à l’épuisement de l'échantillon (Figure 40).

Appareil de Fenwick (technique d’extraction manuelle) : Ce matériel est utilisable pour l’extraction des nématodes à kystes de Globodera et Heterodera à partir d’un sol sec. Poids maximal de l’échantillon : 300 g.

~ 141 ~

Partie expérimentale Matériel et méthodes

1-échantillon 6 - collerette de récupération 2-tamis supérieur maille 1 mm 7-sortie de l’extrait 3-corps de l’appareil 8-tamis de récupération de l’extrait 4-sortie de l’entonnoir 9-fond incliné 5-arrivée d’eau sous pression 10 - sortie-évacuation

Figure 40 : Appareil de Fenwick.

c.Récupération et préparation de l’extrait : c.1 - Récupération et séchage de l’extrait : La fraction retenue sur le tamis de 250 μm est rincée à l'aide d'un jet d’eau pour éliminer les particules terreuses ou organiques les plus fines. Le produit est ensuite disposé sur un papier filtre mis à sécher à l’air libre. L’extrait recueilli en fin d’extraction sur un filtre papier, est lu humide (ni séchage ni remise en suspension de l'extrait) (Figure 41).

~ 142 ~

Partie expérimentale Matériel et méthodes

Figure 41 : Schéma de récupération et séchage des extraits des sols (refux).

c.2- Lecture : Le filtre supportant l'extrait est disposé sous le stéréomicroscope pour rechercher les kystes susceptibles d’appartenir au genre Globodera ou Heterodera. Cet examen peut être réalisé en deux temps (Photo 26(a), 26(b), 26(c), 26(d)).

(a) : Kyste complet (b) : Kyste éclosé (c) : Coupe 1 (d) : Coupe 2

Photo 26 : Différents aspects des kystes observés sous le microscope stéréoscopique : état normal (a), après éclosion (b) et une coupe transversale (c et d) des kystes de nématode phytoparasite.

~ 143 ~

Partie expérimentale Matériel et méthodes

Première étape : Examen à grossissement faible ou moyen : Les kystes de nématodes sont séparés des autres éléments de l’extrait en utilisant un pinceau ou une aiguille montée. Ils sont reconnus à partir de divers critères : la taille (250 à 600 μm), la forme (globuleuse, plus ou moins sphérique), la présence d’une tête ou de cou, la couleur (brun clair à brun foncé, aspect souvent doré), la brillance (mate), l’absence d’ornementations (fréquentes sur graines), l’élasticité (appréciée par une légère pression avec une aiguille montée) (Photo 27).

Photo 27 : Les étapes de séparation et isolement des kystes de nématode à partir d’un refux des sols infestés. Deuxième étape : Examen au plus fort grossissement : Les kystes précédemment triés sont réexaminés pour éliminer autres kystes des genres Punctodera. Cet examen porte principalement sur la zone périnéale (partie postérieure des kystes située à l’opposé de la tête) (Figure 42)  Cône vulvaire plus ou moins proéminent : kyste d’Heterodera  Absence de cône vulvaire, 2 fenêtres circulaires visibles et nettement distinctes (fenêtre vulvaire et fenêtre anale) : kyste de Punctodera,  Absence de cône vulvaire avec 1 fenêtre circulaire visible (fenêtre vulvaire, fenêtre anale non visible) : kyste de Globodera. Les kystes de Globodera sont par ailleurs plutôt sphériques alors que les kystes de Punctodera ont une forme souvent plus allongée, en outre. Les kystes sans cône vulvaire, et ne présentant pas deux (2) fenêtres distinctes visibles au stéréomicroscope sont donc susceptibles d’appartenir au genre Globodera. L’examen visuel réalisé n’est cependant pas suffisant pour assurer la détermination certaine du genre. ~ 144 ~

Partie expérimentale Matériel et méthodes

Les kystes dont la zone périnéale ne peut pas être caractérisée nettement sont considérés comme susceptibles d’appartenir au genre Globodera (Wouts et Baldwin ,1998). d.Conditionnement des kystes : Les kystes susceptibles d’appartenir au genre Globodera et Heterodera détectés précédemment sont placés à l'aide d'un pinceau dans un microtube référencié au numéro de l’échantillon. Le contenu du microtube est séché à l'air libre (T < 35 °C). Lorsque l’identification est réalisée, le microtube contenant les kystes est conditionné dans un emballage rigide résistant. e. L’extraction du refux de tamis à l’acétone : Une différence de densité dans l’acétone entre les kystes et la matière organique d’extrait sec de substrat permet de regrouper dans le haut du col d’une fiole jaugée de 200 ml, les kystes avec un minimum de matière organique. Il suffit ensuite de verser le haut du contenu de cette fiole dans un cône à filtre en papier pour récupérer les kystes et les dénombrer sous la loupe binoculaire.

1 : Sphérique, sans cône (Globodera.), 2 : Ovoïde, sans cône (Punctodera), 3 : Citriforme avec cône peu proéminent (Heterodera ou Cactodera), 4 : Citriforme avec cône proéminent (Heterodera). Figure 42 : Formes de kystes des nématodes phytoparasites (Wouts et Baldwin, 1998).

~ 145 ~

Partie expérimentale Matériel et méthodes

4.1.6. Tri visuel des kystes : Le filtre humide supportant l'extrait est disposé sous la loupe binoculaire pour un examen visuel. Les kystes recherchés sont séparés manuellement des autres éléments de l’extrait en utilisant par exemple un pinceau ou une aiguille montée. Laisser sécher le filtre humide 1 à 2 heures pour faciliter la collecte des kystes. Au-delà, il peut être nécessaire de ré-humidifier. Collecter les kystes à l'aide d'un pinceau humide et les déposer dans des microtubes. Laisser sécher les kystes dans les microtubes ouverts avant de les fermer.Les kystes séléctionnés conditionnés en microtubes sont conservés au frais ou à température ambiante, à l’écart de toute source de chaleur. Les kystes de Heterodera sont conservés dans de l’eau et au frais, en raison de la fragilité de leur contenu larvaire. 4.1.7. Identification spécifique morphobiométrique : L’identification morphobiométrique des formes enkystées consiste en un examen microscopique d’un ou plusieurs kystes et des oeufs ou des larves qu’ils renferment. a.Examen des kystes : a.1.Examen externe à la loupe binoculaire : La forme générale du kyste, la présence ou non de cône vulvaire et la forme de celui-ci, permettent de déterminer le genre, et pour Heterodera le groupe d’espèces. a.2.Examen microscopique de la région périnéale : Préparation des kystes :  Les kystes secs sont trempés dans de l’eau durant au moins 24 heures.  Les cônes vulvaires sont disséqués sur une lame de plexiglass dans une goutte d’eau ; L’intérieur du cône est nettoyé avec un cil.  Le cône est décoloré par trempage en quelques minutes dans de l’eau oxygénée à 30%.  Le cône est ensuite trempé dans de l’essence de girofle après passage dans de l’alcool à 70% pour parfaire le nettoyage. Montage des kystes entre lame et lamelle, dans une goutte de Liquide de Faure (montages permanents).  Utiliser des cales (fragments de lamelles) pour éviter l’écrasement des cônes.  Les préparations sont serties avec du vernis (montage temporaire).  En l’absence de cône proéminent (exemple : Globodera) un simple montage temporaire dans de l’eau peut être réalisé.

~ 146 ~

Partie expérimentale Matériel et méthodes b.Critères observés : Les préparations sont examinées sous microscope à fort grossissement (X40). Les critères morphologiques les plus utilisés sont les suivants : présence ou absence de bullae, développement du sous-pont (Figure 43), longueur de la fente vulvaire, présence de masse d’oeuf, etc… 4.1.8. Identification des principaux nématodes :

Une description très basique des principaux nématodes phytoparasites est comme suit : a. Heterodera – nématode à kystes :  Femelle adulte en forme de citron devenant un kyste à maturité.  Femelle semi-endoparasite avec seulement la partie antérieure du corps enfoncée dans les tissus végétaux.  Œufs sont retenus à l’intérieur du kyste mais parfois aussi dans une masse gélatineuse.  Stylet du juvénile bien visible avec des boutons basaux épais. b. Globodera – nématode à kystes : La présente méthode s'applique à la détection des formes enkystées des espèces du genre Globodera, dont Globodera pallida et Globodera rostochiensis, nématodes à kystes des racines de la pomme de terre (OEPP ,2009). Ces deux dernières espèces sont classées organismes de quarantaine au sein de l’Union Européenne (arrêté du 02.09.93 modifié par l’arrêté du 16.08.94).

1 : Fenêtre vulvaire et anale circulaire (Punctodera) 2 : Fenêtre vulvaire circulaire et fenêtre anale non visible (Globodera et Cactodera), 3 : Fenêtre vulvaire bifenestrée et fenêtre anale non visible (Heterodera) 4 : Zone vulvaire ambifenestrée et fenêtre anale non visible (Heterodera) Figure 43 : Zones périnéales des kystes (Wouts et Baldwin, 1998).

~ 147 ~

Partie expérimentale Matériel et méthodes

4.2. Les mollusques (gastéropodes d’eau douce): 4.2.1. Stations prospectées des mollusques: Six habitats à Lymneae acuminata et Bulinus sp. ont été prospectés (Tableau 8) ; Ils se répartissent entre :  une station est située à l'extrémité distale de rigoles de drainage, sur terrain siliceux, dans la commune de TYOUT, Daira Ain Sefra, wilaya de Naama.  une autre station est localisée dans des fossés le long de la route nationale N°06 sur les communes de MOUGRAR, Daira Ain Sefra, wilaya de Naama ; dans un bassin d’irrigation.  Une troisième station est située dans un bassin de drainage des zones agricoles de la région de BOUKAIS, Wilaya de Béchar.  Une quatrième station, la plus rentable en échatillonnage avec les différentes espèces citées, c’est la région de BENI ABBESS, wilaya de Béchar, (zones d’irrigation agricole).  Une cinquième station se localise dans la région de KENASDA au niveau d’une source d’eau drainnant des zones agricoles de la région, Wilaya de Béchar.  Une sixième station de la wilaya d’ADRAR, commune de Timimoun, au niveau des oasis agricoles. 4.2.2. Protocole d'étude : Trois séries de prélèvement ont été réalisées dans les habitats cités et témoins pendant trois (3) ans en mois de Septembre à Décembre et Mars à Juin (8 mois par an). Les observations portent sur la rigole entière dans les régions agricoles, sur la superficie de la zone humide dans les fossés ou les bassins de drainage. Les mollusques présents dans la végétation ou sur le sédiment (immergé ou émergé) sont prélevés par chasse à vue et mise en flacon ouvert (assurer l’aération). 4.2.3. Prélèvement et transport des échantillons : Les échantillonnages ont été faits sur des plans transversaux (transects) et sur des zones délimitées par réseau de 1 m2 ou de 0,40 m2, en fonction de la densité des coquillages (Photo 28). La méthode des transects, largement employée en écologie terrestre, consiste à suivre un parcours rectiligne ; la plupart des auteurs utilisent des transects allant de 30 m à 200 m et cette technique est la plus utilisée (Samoylis et Carlos, 2000 ; Bitar et al., 2003).

~ 148 ~

Partie expérimentale Matériel et méthodes

Tableau 8 : Présentation des zones d’échantillonnage des mollusques d’eau douce.

Zone d’étude Coordinnées Nombre Fréquence Période Genres Age des GPS d’échantillon d’échantionnage d’échantillonnage prélevés mollusques TYOUT, 32°46'5.61"N 100 03 Octobre et Lymnaea Adulte Naama 0°25'35.97"W Novembre 2013 MOUGRAR 32°30'58.18"N 80 03 Mai et Juin 2014 Lymnaea Naama 0°34'31.57"W BOUKAIS, 31°55'22.86"N 60 03 Mars et Avril Lymnaea Béchar 2°27'45.54"W 2015 Bulinus

BENI 30°07'56.88"N 90 03 Novembre et Bulinus Adulte ABBESS, 2°10'1.66"W Décembre 2014 Lymnaea Béchar KENASDA, 31°33'25.00"N 50 03 Novembre et Lymnaea Adulte Béchar 2°25'24.03"W Décembre 2013 TIMIMOUN, 29°15'39.31"N 50 03 Septembre et Bulinus Adulte Adrar 0°14'18.73"E Octobre 2015

4.2.4. Méthodes de capture et d’identification : Les gastéropodes aquatiques et les bivalves peuvent être récoltés à l’aide d’une épuisette ou d’un troubleau. C’est la méthode la plus adaptée et la plus simple pour l’échantillonnage des zones humides de faible profondeur. L’échantillonnage dans les fleuves et grandes rivières demande des techniques moins faciles à mettre en oeuvre et davantage perturbatrices (utilisation d’une benne ou d’une drague par exemple) (Killeen et al., 2004).

a. Collecte des bulins : L’étude malacologique a été effectuée au niveau des zones humides agricoles (cours d’eau agricoles de la région Sud Ouest algérienne : Béchar, Adrar et Naama). Les prospections malacologiques ont été menées en saisons : hiver et printemps et été 2013-2014 et 2015. Les récoltes ont été effectuées au niveau des canalisations fonctionnelles. Il s’agit des zones d’irrigation et autres sont utilisés fréquemment par la popuation locale de chaque région étudiée.

~ 149 ~

Partie expérimentale Matériel et méthodes

Photo 2 :

A : Zone de prélèvement. B : Niche écologique. C : Echantillons des mollusques d’eau douce.

Photo 28 : Zone d’échantillonnage sur un plan transversal dans la région de Beni Abbes-Béchar.

4.2.5. Identification des mollusques d’eau douce : On se base pour cette identification sur la morphologie externe des gastéropodes ;

de ce fait, selon les caractéristiques particulières des Lymnaeidae (Mouthon, 1954):  Coquille spiralée est plus ou moins allongée.  Ouverture à droite de forme variée.  Sans opercule.

Ces Mollusques sont caractérisés par une torsion vers l'avant à 180° de la masse viscérale, possèdent une coquille enroulée en spirale et une tête bien différenciée. Celle-ci est munie d'une radula, langue chitineuse, et d'une mâchoire ornée de dents. Selon un mode dichotomique, les clés proposées permettent une détermination des bivalves et des gastéropodes au genre ou parfois à l'espèce lorsque le genre considéré est monospécifique. Les propositions retenues ne font appel qu'à des caractères simples, concernant le plus souvent la coquille et quelquefois certaines particularités anatomiques facilement observables ne nécessitant pas de dissection.

~ 150 ~

Partie expérimentale Matériel et méthodes

De ce fait, ces clés ne prétendent pas être exhaustives, particulièrement en ce qui concerne les gastéropodes (Moisan, 2010).On applique :  Test à sommet acuminé, manteau ne recouvrant jamais la coquille,  Test à dernier tour de spire est ventru, grand ou très grand,  Dernier tour de spire est médiocrement bombé, coquille conique allongée ou fusiforme, taille moyenne ou petite (h : 6 à 38 mm, Ø : 3 à 18 mm) : Lymnaea acumunata (Photo 29).  Coquille de grande taille (h: 20 mm, Ø: 7 mm) est allongée à sommet fortement acuminé, 5 à 8 tours de spires Lymnaea stagnalis (Linne, 1758) (Photo 30)  Coquille globuleuse à ouverture est parfois très grande, 3 à 5 tours de spires (h : 35 à 80 mm, Ø: 14 à 28 mm) Lymnaea (Radix) natalensis (Krauss, 1848) (Photo 31). Nos échantillons étaient identifiés par Pr.BENZARA Abdelmadjid de Ecole Nationale des Sciences Agronomiques (Ex : INA), au niveau du laboratoire de Zoologie- ENSA-El Herrache et au niveau du laboratoire réseau de surveillance environnementale- Université Oran1-Ahmed Ben Bella (Photo 32).

Photo 29 : Lymnaea acumunata Photo 30 : Lymnaea stagnalis Photo 31 : Lymnaea (Radix) ( Müller, 1774) (Linne, 1758) natalensis (Krauss, 1848)

Photo 32 : Un échantillon des lymnés prélevés de la région de Kenadsa-Béchar et identifiés (Lymnaea acumunata).

~ 151 ~

Partie expérimentale Matériel et méthodes

5. Etude des activités biologiques des extraits : 5.1. Effet nématicide : Pour tester l’effet direct sur les nématodes, nous avons mis en contact, dans une boîte de Petri de 6 cm de diamètre, 5 ml de l’extrait aqueux et 10 kystes des nématodes sur les bourgeons des tubercules de pomme de terre pour le genre Globodera et sur les grains des céréales (avec des variètés résistantes préséclectinnées au niveau du CNCC : Centre National de Contrôle & Certification des Semences & Plantes) pour le genre Heterodera. Pour les deux cas, nous avons utilisé l’eau gélosée (Annexe II), comme support humide des bourgeons et des grains à germiner. Trois témoins ont été utilisées : le nématicide systémique Vetacur (Photo 33), (nématicide spécifique est utilisable en traitement des sols contre les nématodes des cultures légumières), un témoin négatif est constitué de l’eau distillée stérile seulement et une solution de DMSO à 1%. En condition d’aération maximale et une température de 24°C, après une période d’incubation, allant de 24 heures à 96 heures, nous avons déterminé le pourcentage de mortalité dans chaque boîte de Petri. Pour chaque extrait de plante et pour chaque concentration séparément, trois répétitions ont été réalisées.

Photo 33 : Sachet du produit nématicide systémique VETACUR à 10% utilisé en agriculture.

~ 152 ~

Partie expérimentale Matériel et méthodes

5.1.1. Expérimentation in vivo : a.Dispositif expérimental : Les pots ont été distribués selon un modèle de bloc aléatoire complet. Le dispositif a été réparti en quatre blocs avec trois répétitions. Les graines des céréales ont été semées dans des pots de volume de 200g à raison de 10 grains pour chaque population. Le sol utilisé dans les pots, est un mélange de 2/3 de sol et 1/3 de terreau. Le sol utilisé a été désinfecté préalablement par autoclavage (121°C, 1.2bars pendant 20minutes). b.Conduite de l’essai : Lors de nos essais (Tableau 9), la première inoculation a été réalisée le 15 Septembre 2015, correspondant au stade 2 à 3 feuilles et la deuxième inoculation a été faite le 5 Novembre 2015, sept semaines après la première inoculation. En effet, les nématodes prennent le temps d’infester les sols. La reproduction des nématodes peut être retardée ou arrêtée par le traitement aux extraits aqueux.

Tableau 9 : Calendrier technique des essais in vivo de l’activité nématicide de quelques extraits aqueux des plantes sahariennes étudiées. Opérations période / fréquence Observations Préparation du sol 08 Septembre 2015 - Semis 1 10/09/15 - Dépôt des kystes 1 15/09/2015 Un bon développement des racines. (Contamination des Concentration de l’inoculum : sols par les kystes) 10 kystes de nématodes/ pot. Semis 2 05/10/15 Un deuxième semis a été réalisé. Après le stade de ramification des plantes. Irrigation 3 fois par semaine Irrigation Dépôt des kystes 2 5 /11/ 2015 Concentration de l’inoculum : 20 (Contamination des nématodes/pot. sols par les kystes)

Arrachage des plantes 10/12/2015 Chaque plant est arraché individuellement. Analyse des sols 20/12/2015 La densité des kystes.

~ 153 ~

Partie expérimentale Matériel et méthodes

Les semences testées dans cette expérimentation sont des populations séletionnées collectées auprès du CNCC-El Harrache, au total, nous avons collectés les semences de 5 populations (Avoine « Lakehale », blé dur « Vitron », triticale « Lamb3 », blé tendre « HD 1220 », orge « Barberousse »).La variété orge « Barberousse » est considéré, comme variété de référence donc c’est la plus résistante et elle a été utilisée comme témoin dans nos essais. Dans notre étude, les notations ont été réalisées chaque semaine, sur un pied/pot, durant tout le cycle de la plante et à la fin de l’étude, on prend en considération les moyennes des notifications au stade de gousse sur un pied/population/pot. Ces symptômes ont été notés selon l’échelle de Hanounik et Robertson, (1986). Cette échelle permet d’évaluer l’extériorisation des symptômes. Il s’agit d’une échelle de 1-9 qui correspond à des symptômes présentant des nécroses ou des déformations au niveau des plantes, dues à une réaction d’hypersensibilité des plantes décrites comme suit: 1-Absence de symptômes, 2-Résistante, 3- Nécrose au niveau du collet, 5 - Nécrose sur tige puis gonflement. Moyennement résistante, 7- Nécrose + gonflement + distorsion. 8-Sensibles à Très sensibles, 9- Plantes très infestées (mort de la plante).

5.1.2. Préparation de l’inoculum et mise en culture : Dix kystes par plante à tester sont regroupés dans un sachet fabriqué avec un tulle d’un maillage de 250 μm et fermé avec une agrafe à grillage de clôture. L’ensemble des sachets pour la mise en place d’un test est réhydraté dans un récipient d’eau du robinet pendant trois jours à température ambiante avant d’être déposé dans un pot à demi rempli d’un mélange 2/1 de terre végétale tamisée (terreau) (tamis de 4 mm de maillage) et de sable. Les sachets des kystes sont posés sur les grains des céréales cultuvés et l’ensemble est recouvert du même mélange de substrat. Un arrosage est effectué chaque 72h. Les conditions de culture sont de 20°C et 16 h de photopériode.

~ 154 ~

Partie expérimentale Matériel et méthodes

5.2. Effet molluscicide : 5.2.1. Test de contact direct: Des essais de toxicité avec contact ont été effectués selon la méthode (Maizak et al., 1993). Tous les extraits à tester ont été dissous dans le volume minimum de solvant (1% de DMSO) pour les extraits organiques et on les dilue avec de l'eau distillée stérile pour obtenir les concentrations nécessaires; la plus forte concentration était de 1mg/ml pour les extraits aqueux et de 100µg/ml pour les fractions organiques.

Des essais préliminaires ont été effectués pour établir une gamme appropriée des doses pour chaque prise d'essai.Les mollusques adultes ont été utilisés; chaque mollusque a été pesé individuellement et a reçu le volume qui atteint la dose requise en fonction de son poids. Par exemple, 0,5 g d'escargot reçu 5 μL de cette solution, tandis que 0,35 g d'escargot a reçu 3,5 μL de la même solution. Les doses ont été appliquées sur la surface du corps du mollusque et sur l’aliment (salade verte). Pour les tests de contrôle négatif ont reçu DMSO à 1% et pour le contrôle positif, nous avons utilisé un produit commercialisé à activité molluscicide (Limacide Pro : 5% métaldéhyde sous forme granulés) (photo 34).

Trois prises d’essai ont été utilisées pour chaque dose, de 10 animaux chacun. Après le traitement, les mollusques ont été transférés à 20 ml en boite de pétri (90mm de diamètre) avec couvercle perforé. Après 24 h de traitement, les mollusques morts ont été détectés selon le procédé de l'OMS (1999); les mollusques qui ne répondent pas lorsqu’ils sont touchés avec une épingle à l'intérieur de la coque ont été considérés comme morts et avec le temps une tranparence de la coque d’escargot.

~ 155 ~

Partie expérimentale Matériel et méthodes

Photo 34 : Etiquetage d’un produit molluscicide « limacide Pro » contre les limaces et escargot appliquée en champs de culture.

6. Détermination de la LC50: Les données des pourcentages de mortalité sont transformées en probit et les LC50 sont calculées pour chaque extraits aqueux et organique et pour les quatre périodes d’exposition afin d’avoir une meilleure comparaison de l’activité nématicide et d’autre part molluscicide. Il est calculé à partir de la droite de régression des probits correspondants au pourcentage de la mortalité corrigée en fonction des logarithmes de la concentration appliquée. Pour estimer la mortalité corrigée, la formule de SCHNEIDER et la table des probits sont utilisés. Formule de SCHNEIDER: MC = [M2-M1/100-M1] x 100 - MC :% de mortalité corrigée; - M2 : % de mortalité dans la population traitée; - M1 : % de mortalité dans la population témoin (Lazare, 1975).

~ 156 ~

RESULTATS ET DISCUSSION

Résultats et Discussion

I. Résultats : I.1.Rendements des extraits aqueux et organiques : L’extraction aqueuse par macération ou à reflux des différents plantes étudiées a révélé des quantités importantes en extrait résultant, et nous a permet de déterminer les rendements correspondants (Figure 44).

Figure 44 : Résultats de calcul des rendements des extraits aqueux (par macération et à reflux)

Nous constatons que pour la plupart des plantes, l’extraction par macération enregistre un fort rendement de l’ordre de 40.61% pour Warionea saharae suivi par le macérat de Moricandia arvensis à raison de 34.49 %. D’autres rendements plus au moins considérables ont été observés pour l’extraction à reflux, dans les extraits de Warionea saharae (29.13%) et Limoniatrum feii (feuilles) (29.11 %).

~ 158 ~

Résultats et Discussion

En ce qui concerne les autres extraits, les valeurs varient entre 01.79% à 27.99% correspondant aux macérâts et de 06.30% à 27.96% pour l’extraction à reflux, de ce fait, nous ne pouvons pas comparer les deux types d’extraction vis-à-vis la même plante mais entre les différentes espèces des plantes étudiées. Ces rendements sont d’autant plus élevés dans les parties de la plante les plus vertes (plus de feuilles) par rapport aux autres parties. Par ailleurs, le choix de la recherche des grandes familles des phytoconstituants, nous a conduits à extraire les polyphénols par les systèmes hydro-alcooliques (acétone-Eau et méthanol-Eau), puis de fractionner par partage liquide-liquide ou l’extraction sélective. Après le fractionnement par partage des extraits acétoniques et méthanoliques, des quantités peu importantes des fractions ont révélés des rendements variables exprimés en pourcentage (Figure 44).

Le choix des différentes méthodes d’extraction aqueuse, organique et sélective se base sur l’orientation des différents métabolites à extraire, par exemple pour l’eau, qui est un solvant universel utilisé pour extraire les extraits végétaux ayant une activité biologique. Ainsi qu’aux flavonoïdes également sont solubles dans l'eau (principalement des anthocyanes) et des composés phénoliques solubles dans l'eau seulement importants en tant que composé antioxydant (Das et al., 2010).

L’acétone dissout de nombreux composants hydrophiles et lipophiles des différents plantes utilisées, il est miscible à l'eau, volatile et a une faible toxicité pour les essais biologiques ; une étude a rapporté que l'extraction des tanins et des autres composés phénoliques était mieux dans de l'acétone-eau que dans du méthanol –eau (Das et al., 2010 ; Eloff, 1998). À la fois de l'acétone et le méthanol ont été utilisés pour extraire les saponines. L’extraction successive avec l’hexane puis chloroforme révèle les terpénoides lactones ainsi qu’aux terpènes et tannins qui se trouvent en phase aqueuse et plus souvent, ces deux dernières sont obtenues par le traitement avec des solvants moins polaires. Autrement, l’éther est couramment utilisé sélectivement pour l'extraction des coumarines et des acides gras, tandis que le Dichlorométhane est un solvant typique pour l’extraction des terpénoïdes (Cowan, 1999).

~ 159 ~

Résultats et Discussion

Figure 45 : Résultats de calcul des rendements des fractions organiques de différentes plantes étudiées.

D’après la figure 45, les valeurs maximales des rendements ont été signalées pour l’extrait butanolique avec la plupart des plantes, ces valeurs varient de 0.09% à 1.98% ; cela s’explique avec les rendements faibles des fractions précédentes (hexanique, éthérique, dichlorométhanique, chloroformique et d’acétate d’éthyle). En revanche, l’extrait héxanique de Zilla macroptera a un rendement important par rapport aux autres extraits (valeur de 0.416%). Autrement, la valeur maximale des rendements a été marquée en fraction dichlorométhanique pour Bubonium graveolens (4%).

~ 160 ~

Résultats et Discussion

I.2. Résultats de criblage phytochimique des extraits des plantes: I.2.1. Criblage phytochimique des plantes : Tableau 10 : Résultats du criblage phytochimique de quelques espèces de la famille des Astéracées étudiées : Plantes Test Asteraceae Anvillea Bubonium Cotula Launaea Launaea Warionia Métabolites raddiata graveolens cinerea arborescens nudicaulis saharae Alcaloïdes Mayer + - - - - - Dragendorff + - - - - - Saponosides Mousse ++ ++ +++ ++ + +++ Emulsion ++ ++ ++ ++ + ++ Tanins / - - ++ ++ + - Terpénoïdes / ++ ++ ++ ++ - - Flavonoïdes / ++ ++ + +++ ++ +++

(- : absence, + : faible présence, ++ : présence moyenne, +++ : forte présence).

La famille des Asteracées se caractérise par sa richesse en métabolites secondaires (saponosides, tanins, terpénoides et flavonoides) selon les résultats du criblage phytochimique regroupés en tableau 10, dont il s’agit en particulier de Cotula cinerea et Launaea arborescens ; tandis que pour tanins et terpénoides, certaines plantes sont pauvres, c’est le cas d’Anvillea raddiata, Bubonium graveolens et Warionia saharae pour les tannins; Launaea nudicaulis et Warionia saharae sont pauvres en terpénoides. En revanche, la pupart des Asteracées étudiées sont pauvre en alcaloides sauf Anvillea raddiata qui possède des traces en alcaloides.

Tableau 11 : Résultats du criblage phytochimique de quelques espèces des familles : Asclepiadaceae, Brassicaceae, Capparidaceae, étudiées :

Plantes Test Asclepiadaceae Brassicaceae Capparidaceae Calotropis Pergularia Moricandia Zilla Capparis spinosa Métabolites procera tomentosa arvensis macroptera Alcaloïdes Mayer +++ ++ - + + Dragendorff ++ +++ - + + Saponosides Mousse + + ++ + + Emulsion + + ++ + + Tanins / + ++ + ++ +++ Terpénoïdes / + ++ + - + Flavonoïdes / + +++ - ++ + (- : absence, + : faible présence, ++ : présence moyenne, +++ : forte présence).

~ 161 ~

Résultats et Discussion

D’après les résultats du criblage sur le tableau 11, la plupart des plantes étudiées sont riches en métabolites secondaires, en particulier une richesse en alcaloides (Calotropis procera et Pergularia tomentosa), regroupées parmis les plantes toxiques) sauf pour Moricandia arvensis et présence remarquable en tannins (Capparis spinosa, Zilla macroptera et Pergularia tomentosa) et flavonoides (Pergularia tomentosa et Zilla macroptera), en revanche, une absence en flavonoides était remarquée chez Moricandia arvensis.

Tableau 12 : Résultats du criblage phytochimique de quelques espèces des familles : Caryophyllaceae, Chenopodiaceae, Euphorbiaceae et Verbenaceae étudiées :

Plantes Test Caryophyllaceae Chenopodiaceae Euphorbiaceae Verbenaceae Gymnocarpos Haloxylon Euphobia Euphorbia Lantana Métabolites decander articulatum retusa guyoniana camara L Alcaloïdes Mayer - ++ +++ ++ - Dragendorff - ++ ++ ++ - Saponosides Mousse + +++ - + + Emulsion + +++ - + + Tanins / + ++ - - ++ Terpénoïdes / - + - +++ + Flavonoïdes / ++ + ++ - ++

(- : absence, + : faible présence, ++ : présence moyenne, +++ : forte présence).

Selon les résultats du criblage phytochimique des plantes étudiées (tableau 12), on a observée la richesse de la plante Haloxylon articulatum en métabolites secondaires (alcaloides, saponosides, tannins, terpénoides et flavonoides) ; tandis que pour les autres plantes, les résultats ont révélé l’absence des alcaloides chez Gymnocarpos decander et Lantana camara L, et très peu de saponosides sont présents chez Euphobia retusa avec l’absence des tannins et terpénoides , absence des terpénoides pour Gymnocarpos decander et Euphobia retusa . Dans ce groupe, la seule plante pauvre en flavonoides est Euphorbia guyoniana.

~ 162 ~

Résultats et Discussion

Tableau 13 : Résultats de criblage phytochimique de quelques espèces des familles : Fabaceae, Plumbaginaceae (F : feuilles, T : tige, R : rameaux), Rhamnaceae et Solanaceae étudiées : Plantes Test Fabaceae Plumbaginaceae Rhamnaceae Solanaceae Acacia Limoniastrum Zizyphus Datura Hyoscyamus raddiana feei lotus stramonium muticus Métabolites F T R Alcaloïdes Mayer ++ - - - - ++ ++ Dragendor ++ - - - - ++ + Saponosides Mousse ++ +++ + + ++ + + Emulsion ++ ++ + + ++ + + Tanins / +++ + + + + - + Terpénoïdes / ++ ++ + + ++ - - Flavonoïdes / + + + + + - + (- : absence, + : faible présence, ++ : présence moyenne, +++ : forte présence)

Certaines plantes étudiées sont riches en métabolites secondaites tel qu’Acacia raddiana (tannins, alcaloides, flavonoides, saponosides et terpénoides) et Zizyphus lotus ne renferme pas seulement les alcaloides avec Limoniastrum feei (feuilles, tiges et rameau), en revanche, Datura stramonium et Hyoscyamus muticus sont riches en alcaloides et saponosides et pauvres en terpénoides (Tableau 13).

I.2. Résultats du criblage phytochimique des extraits : Tableau 14 : Résultats du criblage phytochimique des extraits organiques de quelques espèces des plantes étudiées. Plantes Fraction ALC COUM SAPO TAN FLAV STER ET TERP Acacia radianna Ether diéthylique - - - - - ++ DCM - - - - - ++ Acétate d’éthyle ++ ++ +++ +++ + - butanol - - - - + - Anvillea radiata Hexane - + ++ - - ++ Ether de pétrole - - - - - ++ Ether diéthylique ------DCM - - - - - ++ Acétate d’éthyle + ++ ++ - ++ - butanol - ++ - - + - Bubonium Hexane - + ++ - - ++ graveolens Ether de pétrole - - - - - ++

~ 163 ~

Résultats et Discussion

Ether diéthylique - + - - - + DCM - - - - - ++ Acétate d’éthyle - ++ ++ - ++ - butanol - ++ - - ++ - Calotropis procera Hexane - + + - - + Ether diéthylique - - - - - + DCM - - - - - + Chloroforme +++ +++ - + + - Acétate d’éthyle ++ ++ + + + - butanol - ++ - - + - Capparis spinosa Hexane - + + - - + Ether diéthylique - - - - - + DCM - - - - - + Chloroforme + +++ - +++ + - Acétate d’éthyle + ++ + +++ + - butanol - + - - + - Cotula cinerea Hexane - + +++ - - ++ Ether de pétrole - - - - - ++ Ether diéthylique - - - - - ++ Acétate d’éthyle - ++ ++ ++ + - butanol - + - - + - Datura Hexane - + + - - - stramonium Ether de pétrole ------Ether diéthylique ------DCM ------Chloroforme ++ +++ - - - - Acétate d’éthyle ++ ++ + - - - Butanol - + - - - - Euphorbia Hexane - + + - - + guyoniana Ether de pétrole - - - - - + Ether diéthylique - - - - - + DCM - - - - - + Chloroforme ++ +++ - - - - Acétate d’éthyle ++ ++ + - - - Butanol - + - - - - Euphorbia resuta Hexane - + - - - - Ether diéthylique ------DCM ------Acétate d’éthyle +++ +++ - - ++ - butanol - + - - ++ - Gymnocarpus Ether diéthylique ------decander DCM ------~ 164 ~

Résultats et Discussion

Acétate d’éthyle - ++ + + ++ - butanol - + - - ++ - Haloxylon Hexane - + +++ - - + scoparium Ether de pétrole - - - - - + DCM - - - - - + Chloroforme ++ +++ - ++ + - Acétate d’éthyle ++ ++ +++ ++ ++ - n-butanol - + - - ++ - Hyoscyamus Ether diéthylique ------muticus DCM ------Acétate d’éthyle ++ ++ + + + - n-butanol - + - - + - Lantana camara Hexane - + + - - + Ether de pétrole - - - - - + Ether diéthylique - - - - - + DCM - - - - - + Chloroforme - +++ - ++ ++ - Acétate d’éthyle - ++ + ++ +++ - n-butanol - + - + ++ - Launaea Hexane - + ++ - - ++ arborescens Ether de pétrole - - - - - ++ Ether diéthylique - - - - - ++ DCM - - - - - +++ Chloroforme - +++ - ++ +++ - Acétate d’éthyle - ++ ++ ++ ++ - n-butanol - + - - +++ - Launaea Hexane - + + - - - nudicaulis Ether de pétrole ------Ether diéthylique ------DCM ------Acétate d’éthyle - ++ + + ++ - n-butanol - + - - ++ - Limoniatrum feii Hexane - + +++ - - ++ (feuilles) Ether diéthylique - - - - - ++ DCM - - - - - +++ Chloroforme - +++ - + + - Acétate d’éthyle - ++ ++ + + - n-Butanol - + - + + - Limoniatrum feii Ether diéthylique - - - - - + (Rameaux) DCM - - - - - + n-Butanol - + - + + - Limoniatrum feii Ether diéthylique - - - - - + ~ 165 ~

Résultats et Discussion

(Tige) DCM - - - - - ++ Acétate d’éthyle - ++ + + + - n-Butanol - + - - + - Moricandia Hexane - + ++ - - + arvensis DCM - - - - - + Chloroforme - - + + - + Acétate d’éthyle - + ++ + - + n-Butanol - + - + - - Pergularia Hexane - + + - - ++ tomentosa Ether de pétrole - - - - - ++ Ether diéthylique - - - - - ++ DCM - - - - - +++ Chloroforme ++ ++ - ++ +++ - Acétate d’éthyle +++ ++ + ++ +++ - n-butanol - + - - +++ - Warionea saharae Ether diéthylique ------DCM ------Chloroforme - +++ - - ++ - Acétate d’éthyle - ++ +++ - ++ - n-Butanol - + - - +++ - Zilla macroptera Hexane - + + - - - Ether de pétrole ------Ether diéthylique ------DCM ------Acétate d’éthyle + ++ + ++ ++ - n-Butanol - + - + ++ - Zizyphus lotus Hexane - + ++ - - + Ether de pétrole - - - - - + Ether diéthylique - - - - - + DCM - - - - - ++ Chloroforme - +++ - + + - Acétate d’éthyle - ++ ++ + + - n-Butanol - + - - + -

ALC : alcaloides, COUM : coumarines, SAPO : saponosides, TAN : tannins, FLAV : Flavonoides, STER ET TERP : stéroides et terpènes. (-: absence, + : faible présence, ++ : présence moyenne, +++ : forte présence).

~ 166 ~

Résultats et Discussion

Le screening phytochimique des extraits des différentes fractions organiques a montré la présence des alcaloïdes pour la plupart des fractions chloroformiques et d’acétate d’éthyl avec une abondance pour les plantes sahariennes toxique (Tableau 14) (Pergularia tomentosa, Hyoscyamus muticus, Euphorbia resuta, Euphorbia guyoniana, Calotropis procera et Datura stramonium) ainsi que pour la plante médicinale : Haloxylon scoparium. Les résultats de la recherche des coumarines ont été développés avec les fractions héxaniques, chloroformique, acétate d’éthyle et butanolique dont la plupart des plantes étudiées sont riches en coumarines (Tableau 14). Quant aux saponines, ils sont présents en fractions héxaniques, chloroformiques, acétate d’éthyle et butanoliques, pour la plupart des plantes à l’exception d’Acacia radianna, Limoniatrum feii (Rameaux) et Moricandia arvensis (des traces seulement) (Tableau 14). Le test des tanins a montré la présence d’une coloration bleue-noirâtre et d’un précipité après un repos de quelques minutes, vis-à-vis aux fractions chloroformiques et d’acétate d’éthyle seulement, ce qui implique parfois à une faible teneur en tannins à l’exception de : Acacia radianna, Calotropis procera, Capparis spinosa, Cotula cinerea, Haloxylon scoparium, Lantana camara, Launaea arborescens, Pergularia tomentosa et Zilla macroptera qui sont riches en tannins (Tableau 14). Pour les flavonoides, le test a révélé que ce type de composé contenu avec une quantité variable selon la fraction testée (chloroformique, acétate d’éthyle et butanolique). Les quantités les plus remarquables ont été trouvées chez Euphorbia resuta, Gymnocarpus decander, Haloxylon scoparium, Lantana camara, Launaea arborescens, Launaea nudicaulis, Pergularia tomentosa, Warionea saharae et Zilla macroptera, (Tableau 14) tandis que pour les autres fractions, quelques traces ont été marquées. Le test des stéroides et terpènes a montré leurs présence dans les fractions héxaniques, éthériques et dichlorométaniques de la plupart des plantes (Tableau 14) à l’exception de : Euphorbia resuta, Datura stramonium Gymnocarpus decander, Launaea nudicaulis, Hyoscyamus muticus, Warionea saharae et Zilla macroptera.

~ 167 ~

Résultats et Discussion

I.3. Résultats de la séparation de l’extrait organique neutre : I.3.1.Chromatographie sur couches minces : Pour cette analyse, nous avons choisi les fractions les plus actives en activité nématicide et molluscicide, seulement pour la famille des astéracées, tout en utilisant des essais des éluants afin d’avoir le maximum des fractions, le meilleur fractionnement a été

enregistré avec l’éluant (C3H6O : C7H8 : CH2O2) (6 :8 :1) pour Warionea saharae ,

(C6H14 : C4H8O2: C3H6O) (5 :3 :2) pour Bubonium graveolens et Anvillea raddiata . Les résultats sont exprimés du tableau 15 jusqu’au tableau 20.

Tableau 15 : Composés identifiés dans l’extrait organique de quelques Asteraceae par CCM/ Développant (éluant) : (C3H6O : C7H8 : CH2O2) (6 :8 :1)

Plante/Extrait Sans révélateur Avec révélateur Phytocomposé 1 FeCl3 KOH NH3 2 possible AlCl3 CCM 1 et 2 Rf Visible UV254 UV365 3Vanilline Visible UV365 Visible UV365

0.22 - - Bleue - Jaune - - Bleue Terpènes ou fluor Fluor flavonoides WS/AET 0.40 - - - - Jaune - - Bleue Coumarines 0.47 Jaune Marron Fluor - - Terpènes 0.58 Jaune - - - Jaune Jaune - - Coumarines Fluor Fluor 0.65 - Bleue - - Jaune - - - Flavone clair méthylée 0.67 - Jaune ------Stérol 0.87 Jaune Violet ------Flavonoides WS/ED clair 0.63 - Marron Rouge - - - - - Flavonoides anthocyane 0.72 - Jaune Bleue - - - - - Stérols clair Ln nud/But 0.16 - Vert Gris - - - - - Terpènes 0.81 - Marron - - - - Jaun Bleue Coumarine e fluor pale

WS : Warionea saharea , Ln nud: Launaea nudicaulis, AET : acétate d’éthyl, ED : éther diéthylique, But : butanol . Fluor: Fluorescent.

~ 168 ~

Résultats et Discussion

Les chromatogrammes des extraits d’acétate d’éthyle, d’éther diéthylique et butanoliques ont été obtenus avec un gradient C3H6O : C7H8 : CH2O2, (6 :8 :1 ; v/v/v) et des révélateurs spécifiques et polyvalents tels que NH3 et KOH méthanolique à 5% pour les coumarines et AlCl3 pour les flavonoides ont été utilisés. Les résultats obtenus sont consignés dans le tableau 15.

Le révélateur NH3 permet non seulement à identifier les coumarines en bleu, vert, jaune, pourpre ou rose, mais également de les caractériser (Dekker, 2002). Par ailleur les coumarines avec KOH en jaune dans le visible et la coloration varie ou s’intensifie sous UV/365nm (Ladyguina et al., 1983 ; Georgievskii et al.,1990). Les flavonoides présentent des taches de colorations variables sous UV/365nm.

Les révélateurs polyvalents sont utilisés pour la recherche des métabolites secondaires, il s’agit de NH3, KOH des réactifs spécifiques aux stérols, terpènes et aux coumarines (KOH), aux tannins (FeCl3) ; les résultats sont représentés dans le tableau 15.

Tableau 16: Composés identifiés dans l’extrait organique des Asteraceae par CCM/ Développant : (CHCl3 : C4H10O) (7 :3)

Plante/Extra Sans révélateur Avec révélateur Phytocomposé 1 it FeCl3 KOH NH3 possible 2 CCM 3 Rf Visibl UV25 UV365 AlCl3 visible UV36 visible UV365 3 e 4 Vanillin 5 e

Bub 0.1 - - Violet - - - - - Terpènes gr/ED 3 orang e 0.3 - - - Gris Jaun Roug Tanins 1 e e 0.5 - Bleue - - Bleu - Bleue Flavonoide 2 e clair s, clair coumarines Anv 0.5 Jaun - - - - - Bleu - Terpènes rad/DCM 3 e e viole t 0.6 - - Bleue - Jaun - - - Flavone 5 clair e méthylée 0.7 - - Bleue - - - - Bleue Coumarines 6 fluor

Bub gr : Bubonium graveolens, ED : Ethet diéthylique. Anv rad: Anvillea raddiata, DCM: Dichlorométhane, Fluor: fluorescent.

~ 169 ~

Résultats et Discussion

La tache violette orange (Rf=0.13) sous UV/365 nm est décelée dans la fraction d’éthet diéthylique de Bubonium graveolens, c’est un terpène, par ailleurs, certaines

coumarines en présence de NH3 prennent une coloration bleue dans le visible et sous UV/365nm (N’gaman et al., 2009) ; c’est le cas du spot de Rf=0.52 de la plante Bubonium graveolens (Tableau 16). Les résultats figurés dans le tableau 16 montrent que certaines terpènes sont colorées dans le visible en jaune ; en outre, les spots bleues à UV/365 nm (sans révélateur) indiquent d’un part la présence de flavone méthylée si la couleur jaune est visible en KOH,

et d’autre part, il s’agit des coumarines, autant que le NH3 permet non seulement d’identifier les coumarines qui sont colorés en bleu, vert, jaune, pourpre ou rose, mais également de les caractériser (Dekker, 2002).

Tableau 17 : Composés identifiés dans l’extrait organique de quelques Asteraceae par CCM/ Développant (éluant) : (C3H6O : C7H8 : CH2O2) (10 :8 :3).

Plante/Extrait Sans révélateur Avec révélateur Phytocomposé 1 FeCl3 KOH NH3 possible 2 AlCl3 Visible UV365 Visible UV365 3 CCM 5 Rf Visible UV254 UV365 Vanilline WS/DCM 0.75 - - Rouge - Jaune Bleue Jaune - Coumarines fluor fluor pale 0.37 - Marron Fluor - - - - - Terpènes WS/AET 0.60 - Marron - - - - Bleue - Stérols foncé violet 0.67 Jaune Marron - - - - - Bleue Stérols foncé 0.77 Jaune Violet Bleue - - Vert - - Coumarines fluor fluor 0.81 Jaune Marron - - Jaune - Jaune Blee Coumarines pale fluor WS/ED 0.40 - Violet Jaune 2 Gris Jaune - - - Flavonoides, clair coumarines, tannins 0.75 - Marron Rouge - Jaune Bleue Jaune - Coumarines fluor fluor pale ombélliférone 0.81 Jaune Bleu - - Jaune - Jaune Bleue Coumarines clair pale fluor Ln nud/But 0.31 - Violet Fluore 1Gris - - Jaune Rouge Tanins B scent

WS : Warionea saharae, Ln nud : Launaea nudicauis, DCM: Dichlorométhane, AET: Acétate d’éthyl, ED: Ether diéthylique, But : butanol, Fluor : Fluorescent.

~ 170 ~

Résultats et Discussion

Le solvant de migration (C3H6O : C7H8 : CH2O2) dans les proportions (10 :8 :3)

(v/v/v) et des révélateurs spécifiques polyvalents tels que NH3 et KOH méthanolique à 5%

(m/v) pour les coumarines et AlCl3 pour les flovonoides ont été utilisés. Les résultats obtenus sont consignés dans le tableau 17. Par ailleurs, les coumarines sont révélées avec KOH en jaune dans le visible et la coloration varie ou s’intensifie sous UV/365nm (Ladyguina et al., 1983 ; Georgievskii et al., 1990).

D’après le tableau 18, nous constatons que les fractions dichlorométhaniques et d’acétate d’éthyle et éther diéthylique de Warionea saharea sont riches majoritairement des coumarines, stérols, terpènes et flavanoides, tandis que la fraction butanolique de Launaea nudicaulis est riche en tanin. Ainsi que l’ombélliférone de Rf=0.75 a été décelée dans la fraction d’éther diéthylique de Warionea saharea et les flavonoides au Rf= 0.40 présentent des taches de coloration variable sous UV/365nm.

Tableau 18 : Composés identifiés dans les fractions organique de quelques Asteraceae

par CCM/ Développant: (C6H14 : C4H8O2: C3H6O) (5 :3 :2)

Plante/Extrait Sans révélateur Avec révélateur Phytocomposé 1 FeCl3 KOH NH3 possible 2 CCM 6 et 7 Rf Visible UV254 UV365 AlCl3 Visible UV365 Visible UV365 3Vanilline 0.28 - Vert Bleue - Jaune - Bleue Bleue fluor Terpènes fluor fluor Bub gr /ED 0.40 - Vert Jaune 1Gris Jaune - - - Coumarines, clair 2jaune flavonoides, tanins. 0.67 - Gris ------Stérols foncé 0.75 - Gris Rouge - Jaune Bleue Jaune - Coumarine clair fluor fluor pale Ombélliférone 0.83 - Gris Bleue - - - - - Stérols clair fluor Bub 0.65 - Vert Bleue - Jaune - - - Flavones gr/DCM clair clair méthylé Bub gr/AET 0.38 Jaune Vert Jaune - - - - Flavonoides, clair orange 2Orange saponines stéroidique 0.15 - - - - Jaune Gris Terpènes A, WS/AET coumarines D 0.37 - Marron Violet - - - - Gris Terpènes clair foncé 0.57 Jaune Marron Bleue - - - - - Stérols, vert fluor terpènes, coumarines 0.77 - Marron ------Stérols 0.38 Jaune Violet Jaune - - - - - Flavonoides, WS/ED clair orange 2Orange saponines stéroidiques ~ 171 ~

Résultats et Discussion

0.40 - Jaune - - Jaune - - Bleue Génine triterpènes, coumarines 0.58 Jaune Marron - - Jaune Jaune - - Coumarines fluor fluor 0.77 - - Bleue - - - - Vert fluor Coumarines fluor WS/DCM 0.37 - Violet - - - - - Jaune Terpènes 0.52 / / Jaune - - Jaune - - Triterpènes orange 0.28 Jaune Marron Bleue - Jaune - Bleue Bleue fluor Terpènes A foncé fluor fluor Anv 0.36 - Marron - - Jaune - Jaune Rouge Coumarines rad/DCM clair fluor jaune 0.43 - Marron - 2Orange - - - Jaune Triterpènes clair 0.46 - Rouge Bleue - Rouge Rouge - Bleue Coumarine C fluor foncé 0.58 - Marron Jaune 2Brun - - - - Flavonoides foncé orange Bub gr : Bubonium graveolens, ED: Ethet diéthylique, DCM : Dichlorométhane, AET : acétate d’éthyle, WS : Warionea saharea, Anv rad : Anvillea raddiana, Fluor : fluorescent.

Tableau 19 : Composés identifiés dans les fractions organique de quelques Asteraceae par CCM/ Développant: (C6H14 : CHCl3 : C4H8O2) (10 :10 :5).

1 Plante/Extrait Sans révélateur FeCl3 Avec révélateur Phytocomposé 2 AlCl3 KOH NH3 possible CCM 8 et 9 Rf Visible UV254 UV365 3Vanilline Visible UV365 Visible UV365 0.13 Jaune Orange - 3Rose - - - - Terpènes 0.22 Jaune - Rouge 2Orange - - - - Triterpènes Bub gr /ED 0.31 - - - 1Gris - - Jaune Rouge Tanins B 0.37 - - - - Jaune Orange - - Coumarines 0.42 - - - - Jaune bleue Jaune Bleue Coumarines pale clair Bub 0.13 - Gris - 3Violet - - - Orange Terpènes gr/DCM clair 0.06 - Violet - - Jaune - - Bleue Terpènes A, WS/AET foncé coumarines C et E 0.26 - Gris Orange - - - - - Flavonoides 0.10 Jaune Marron Bleu - Jaune - - - Coumarines WS/ED foncé 0.18 - Gris - - Jaune - Jaune - Coumarines foncé clair pale 0.28 - Marron Bleue - Jaune - Bleue Bleue Terpènes A foncé fluor fluor fluor 0.40 - Marron - - Jaune - - Bleue Génine grisatre triterpénique WS/DCM 0.07 Jaune Bleu Bleu - - - - Bleue 7-hydroxy- coumarines 0.22 - - Bleue - Jaune - - Bleue Terpènes A et

~ 172 ~

Résultats et Discussion

fluor fluor F, flavonoides E 0.06 - Gris - - Jaune - Jaune Jaune Coumarines pale orange 0.06 - Marron Bleue - - - - Bleue Terpènes A Anv 0.13 - Marron - - - - - Orange Terpènes rad/DCM 0.18 - Marron - 3Orange - - - - Stérols, terpènes Bub gr : Bubonium graveolens, ED: Ethet diéthylique, DCM : Dichlorométhane, AET : acétate d’éthyle, WS : Warionea saharea, Anv rad : Anvillea raddiana, Fluor : fluorescent.

Selon les résultats exprimés dans le tableau 19, nous constatons que les fractions de Bubonium graveolens sont riches en terpènes et coumarines, à raison des colorations prouvées avec le test vanilline sulfurique (Benkiki, 2006 ; Merck, 1980 ; Dohou et al., 2003), quant au visible du KOH méthanolique à 5%, avec la couleur jaune et de diverses couleur sous ultraviolet 365nm implique la détection des coumarines pour la plupart des fractions étudiées (Brou et al., 2010)

D’autre part, les fractions d’acétate d’éthyle, dichlorométhaniques et éther diéthylique de Warionea saharea sont composées de coumarines, terpènes et flavonoides, tandis que la fraction dichlorométhane d’Anvillea raddiana est majoritairement constituée des terpènes.

Tableau 20: Composés identifiés dans l’extrait organique des Asteraceae par CCM/ Développant (éluant) : (C4H8O2 : CHCl3 : C2H4O2) (10 :9 :2)

1 Plante/Extrait Sans révélateur FeCl3 Avec révélateur Phytocomposé 2 AlCl3 KOH NH3 possible CCM 10 et 11 Rf Visible UV254 UV365 3Vanilline Visible UV365 Visible UV365 0.38 Jaune Gris Jaune 2Orange - - - - Flavonoides orange xanthonique, Bub gr saponine /ED stéroidique 0.57 Jaune Gris - - Bleue - - - Stérols, terpènes, coumarines. 0.60 / Marron Jaune Bleue Stérols, fluor violet coumarines 0.72 / Gris Bleue - - - - - Stérols clair Bub 0.60 - Vert - - Bleue - - - Stérols A, gr/DCM violet coumarine C Bub 0.31 - Vert - Gris Jaune Rouge - - Tanin B gr/AET 0.52 Jaune - Jaune - - - Jaune - Flavone fluor pale méthylée 0.38 Jaune Violet Jaune 2Orange - - - - Flavonoides WS/AET orange xanthonique

~ 173 ~

Résultats et Discussion

0.58 Jaune Bleu - - Jaune Jaune - - Coumarines fluor fluor 0.42 Jaune Violet Bleu 3Orange - - Bleue - Terpènes WS/ED violet 0.52 - Marron - - - - - Jaune Triterpènes 0.58 - Vert Jaune 2Brun - - - - Flavonoides orange 0.61 - Marron - - - - Bleue Jaune Terpènes 0.75 - Marron Rouge - Jaune Bleue Jaune Coumarines fluor fluor pale ombéllifèrones WS/DCM 0.38 Jaune Bleu Jaune 2Orange - Bleue - - Flavonoides orange xanthoniques 0.58 - - Jaune 2Brun - - - - Flavonoides orange Ln nud/ED 0.37 - Marron - 3Orange - - - - Terpènes clair Anv 0.31 - Marron - 1Gris - - Jaune Rouge Tanins B rad/DCM 0.47 - Rouge - - Bleue - - - Saponines clair stéroidique 0.51 - Marron - - Jaune - - Rouge Terpènes Bub gr : Bubonium graveolens , ED: Ethet diéthylique , DCM : Dichlorométhane , AET : acétate d’éthyle , WS : Warionea saharea , Ln nud : Launaea nudicaulis , Anv rad : Anvillea raddiana , Fluor : fluorescent .

Les phytocomposants sont très variables sur le tableau 20, dans l’utilisation de l’éluant (acétate d’éthyle : chloroforme : acide acétique) : (10 :9 :2) sur les différentes fractions a permet de détecter une gamme importante des substances phytochimiques.

I.4. Résultats d’identification des nématodes : Les nématodes constituent un groupe d'animaux à une organisation particulièrement homogène, bien propre dans son ensemble à susciter l'intérêt de la physiologie comparée (Reversat, 1986). La classification permet de reconnaitre et de cataloguer, les différents spécimens biologiques tels que les nématodes phytoparasites à kyste. Les bases de la classification des nématodes phytoparasites reposent sur des différences de structures visibles au microscope en lumière visible (Tableau 21). Elles reposent aussi sur des critères biologiques, biochimiques, éthologiques et écologiques. La microscopie électronique commence à être utiliser comme appoint. Les nématodes phytoparasites sédentaires comprennent principalement les nématodes à kyste (Globodera spp. et Heterodera spp.) qui causent les dégâts les plus conséquents sur les cultures. Ces genres ont des caractéristiques biologiques très proches et ils ont longtemps été regroupés dans la classification basée sur des critères morphologiques.

~ 174 ~

Résultats et Discussion

Les nématodes du genre Heterodera sont plus polyphages que les Globodera. Ils sont divisés en six groupes d'espèces (Subbotin et al., 2001) : "Schachtii", "Goettingiana", "Avenae", "Humuli", "Cyperi" et "Sacchari". Sur cette base, nous avons choisi l’étude des Heterodera in vivo ainsi que la diponibilité des variétés des grains. Les nématodes à kyste du genre Globodera sont des nématodes présentant une très grande spécificité d'hôtes et ils sont principalement inféodés aux Solanacées. Les kystes sans cône vulvaire, et ne présentant pas deux fenêtres distinctes visibles au stéréomicroscope sont donc susceptibles d’appartenir au genre Globodera. L’examen visuel réalisé n’est cependant pas suffisant pour assurer la détermination certaine du genre. Cette identification morphologique s’est basée sur certains critères (Tableau 21) ; selon Mulvey et Stone, 1976, principalement, c’est la forme et la couleur des kystes, la présence des masses des œufs, la forme des larves et les stades larvaires qui se développent à l’intérieur des kystes (L1 et L2). Autrement, le mouvement des larves infestant est trop lent.

Tableau 21 : Résultats d’identification stéréoscopique des nématodes à kystes prélevés : Echantillon Forme et Critères morphologiques Forme des Fenêtres Genre couleur des femelles vulvaire identifié kystes masse Forme des d’oeufs larves Oran1 Sidi Sphérique, Présence vermiformes, corps circulaire et Globodera Marouf sans cône La queue est sphéroïde en fenêtre anale avec couleur pointue. saillie cou. non visible marron Oran2 Sphérique, Présence vermiformes, corps circulaire et Globodera Misserghin sans cône La queue est sphéroïde en fenêtre anale Avec couleur pointue. saillie cou non visible jaune à marron Citriforme Absence vermiforme corps ovoide bifenestrée Heterodera avec cône peu avec glande et globuleux et fenêtre proéminent oesophagienne en saillie du anale non avec couleur en remplissage cou et le cône visible marron de la largeur du terminal foncée corps Oran3 Bir El Sphérique, Présence vermiformes, corps circulaire et Globodera Djir sans cône La queue est sphéroïde en fenêtre anale avec couleur pointue. saillie cou non visible marron Mascara 1- Citriforme Absence vermiforme Femelle bifenestrée Heterodera Tighennif avec cône avec glande adulte en et fenêtre proéminent oesophagienne forme de anale non avec couleur en remplissage citron visible marron de la largeur du devenant un foncée à noire corps kyste à maturité Mascara2- Citriforme Présence vermiforme Femelle bifenestrée Heterodera ~ 175 ~

Résultats et Discussion

Mohammadia avec cône avec glande adulte en et fenêtre proéminent oesophagienne forme de anale non avec couleur en remplissage citron visible noir. de la largeur du devenant un corps kyste à maturité Alger – Citriforme Présence vermiforme Femelle bifenestrée Heterodera Réghaia avec cône avec glande adulte en et fenêtre proéminent oesophagienne forme de anale non avec couleur en remplissage citron visible marron de la largeur du devenant un foncée corps kyste à maturité Tipaza-Koléa Sphérique, Absence vermiformes, corps circulaire et Globodera sans cône La queue est sphéroïde en fenêtre anale avec couleur pointue. saillie cou non visible marron clair Boumerdes- Citriforme Présence vermiforme corps ovoide bifenestrée Heterodera Sidi Daoud avec cône avec glande et globuleux et fenêtre Meloidogyne proéminent et oesophagienne en saillie du anale non femelles en remplissage cou et le cône visible globuleuses de la largeur du terminal avec couleur corps marron foncée à noir Bouira –Ain Sphérique, Présence vermiformes, corps circulaire et Globodera Bessam sans cône La queue est sphéroïde en fenêtre anale avec couleur pointue. saillie cou non visible marron Bouira – Citriforme Absence vermiforme Femelle bifenestrée Heterodera Lakhdaria avec cône avec glande adulte en et fenêtre proéminent oesophagienne forme de anale non avec couleur en remplissage citron visible marron de la largeur du devenant un corps kyste à maturité

I.5. Résultats d’identification des mollusques d’eau douce : Lymnaea acumunata est la seule espèce du genre présente dans la zone étudiée (Hubendick, 1951), elle est largement distribuée. Bulinus globosus, B. forskali et B. truncatus (Figure 46a) sont présents dans toute la zone au sud du Sahara. Les pulmonés sont tous hermaphrodites. Les oeufs sont pondus dans des capsules gélatineuses. Celles-ci sont tubulaires et transparentes chez Lymnaea (Figure 46b et 46c), aplaties, vaguement circulaires et de couleur jaunâtre chez les Bulinus et Biomphalaria. Le nombre des oeufs à l’intérieur des capsules est variable selon les espèces, mais aussi selon la taille des individus dans une même espèce.

~ 176 ~

Résultats et Discussion

Au laboratoire, la clé de détermination des espèces est basée sur la morphologie (Tableu 22), l’anatomie, la chromatographie du mucus de la surface du corps, l’étude des chromosomes, l’immuno-diffusion des protéines du muscle et des œufs, les analyses enzymatiques (marqueurs biochimiques), et l’analyse d’ADN (marqueurs moléculaires) sont actuellement utilisées dans la systématique intra et interspécifiques (Njioko et al., 1992).

Tableau 22 : Caractères morphologiques d’identification des mollusques d’eau douce selon Linné, 1758 et Krauss, 1848.

Espèces Bulinus Lymnaea Lymnaea Lymnaea sp. Lymnaea (Radix) truncatus stagnalis acumunata (Galba) natalensis Caractères Forme du le dernier tour le dernier étant Le dernier tour médiocrement à spire pointue et dernier tour de dépassant la plus large et de spire est bombé. dernier tour ventru. spire demi-hauteur, ventru. grand et renflé ventru ovulaire, oblique

Taille de Coquille de Coquille de Coquille de Coquille de Coquille de taille coquille petite taille grande taille taille moyenne taille moyenne moyenne (h : 35 à 80 (h : 9mm à (h: 60 mm, Ø: (h : 20mm à ou petite (h : 6 à mm, Ø: 14 à 28 mm) 14mm, Ø: 25 mm) 22mm, Ø: 38 mm, Ø : 3 à 5mm à 10mm à 18 mm) 10mm). 14mm). Nombre de spire spire courte 3 5 à 8 tours de 5 à 10 tours de 3 à 5 tours de 3 à 5 tours de spires à 4 tours spires spires spires

Forme de Coquille Coquille Coquille coquille conique Coquille globuleuse à coquille ovoïde allongée à non allongée ou ouverture parfois très globuleuse sommet discoïde fusiforme grande à fortement à enroulement acuminé. enroulement senestre. L dextre

~ 177 ~

Résultats et Discussion

Figure 46a : Aspect macroscopique et taille des coquilles de mollusque d’eau douce (Bulinus truncatus).

Figure 46b : Aspect macroscopique et taille des coquilles de mollusque d’eau douce

(Lymnaea sp. (Galba)).

Figure 46c : Aspect macroscopique et taille des coquilles de mollusque d’eau douce (Lymnaea acumunata).

Figure 46 : Aspect morphologique général observé à l’œil nue des différentes espèces des mollusques d’eau douce de la région Sud Ouest Algérienne.

~ 178 ~

Résultats et Discussion

I.6.Résultats de l’activité nématicide in vitro : Tableau 23: Résultats de l’activité nématicide des extraits aqueux (par macération et à reflux) de quelques plantes de la famille des astéracées exprimés en concentration léthale (µg / ml) à 50 % de mortalité accumulée sur les nématodes à kyste Globodera et Heterodera : Période Plantes étudiées types Globodera Heterodera d’exposition d’extraction LC50 (µg/ml) LC50 (µg/ml) Anvillea radiata Mac / 359,366 Ref 515,338 508,876 Bubonium graveolens Mac 806,364 806,364 24h Ref 508,876 / Launaea arborescens Mac 806,364 736,802 Ref 882,720 / Launaea nudicaulis Mac / / Ref / / Warionia saharae Mac 338,468 341,535 Ref 508,876 360,225 Anvillea radiata Mac / 345,570 Ref 496,022 485,622 Bubonium graveolens Mac 522,718 529,596 48h Ref 480,046 514,902 Launaea arborescens Mac 515,338 499,917 Ref 538,906 806,364 Launaea nudicaulis Mac 806,364 806,364 Ref / / Warionia saharae Mac 329,368 330,794 Ref 492,298 341,080 Anvillea radiata Mac 485,622 336,271 Ref 477,841 463,501 Bubonium graveolens Mac 355,880 480,046 72h Ref 355,657 360,225 Launaea arborescens Mac 496,022 446,766 Ref 489,457 508,876 Launaea nudicaulis Mac 530,523 766,999 Ref / 694,367 Warionia saharae Mac 321,479 321,479 Ref 480,046 327,241 Anvillea radiata Mac 360,297 324,554 Ref 355,963 351,668 Bubonium graveolens Mac 345,169 380,541 96h Ref 55,136 341,535 Launaea arborescens Mac 360,225 449,212 Ref 62,934 508,876 Launaea nudicaulis Mac 508,876 498,756 Ref 806,364 475,072 Warionia saharae Mac 316,156 317,563 Ref 343,226 319,902 contrôle VETACUR Solution 101,595 101,595 positif aqueuse Contrôle Eau distillée stérile / / Négatif

~ 179 ~

Résultats et Discussion

Certains macérats de plantes ne possèdent pas une activité nématicide tels que : Anvillea radiata et Launaea nudicaulis, mệme après 48h en exposition à l’extrait, ce qu’il signifie que la durée d’exposition est plus opérante en activité par rapport aux concentrations. D’autre part, l’activité la plus remarquable a été signalée pour Bubonium graveolens et Launaea arborescens à reflux (Tableau 23).

Tableau 24: Résultats de l’activité nématicide des fractions organiques de quelques plantes d’astéracées vis-à-vis aux nématodes à kyste Globodera et Heterodera : (LC50, μg/mL) : Période plantes Types de Globodera Heterodera d'exposition fractionnement LC50 LC50 (heures) (µg/ml) (µg/ml) Hexane 80,82 / DCM / 80,82 Ether de pétrole 50,04 / Anvillea radiata Ether Diéthylique / / Acétate d’éthyle 49,23 38,12 n-butanol 51,51 80,82 Hexane / 88,58 DCM 88,58 / Bubonium Ether de pétrole / / graveolens Ether Diéthylique 80,82 / 24h Acétate d’éthyle 80,82 88,58 n-butanol 73,97 54,02 Launaea Hexane 88,58 / arborescens DCM / 73,97 Ether de pétrole 88,58 / Ether Diéthylique / 50,95 Acétate d’éthyl e 47,48 / n-butanol / 36,14 Hexane / / Launaea Ether de pétrol / / nudicaulis Ether diethyle / / DCM 88,58 73,97 Acétate d’ éthyle / 50,95 n-butanol 80,82 / Warionia Ether diéthylique 80,82 54,02 saharae DCM 88,58 56,66 Chloroforme 88,58 80,82 Acétate d’ éthyle 80,82 73,97 n-Butanol 36,17 51,51

Hexane 50,95 / DCM / 73,97 Anvillea radiata Ether de pétrole 35,83 / Ether Diéthylique / / ~ 180 ~

Résultats et Discussion

Acétate d’éthyle 47,50 0,96 n-butanol 48,05 50,47 Hexane / 80,82 DCM 54,02 / Bubonium Ether de pétrole / / graveolens Ether Diéthylique 47,48 / 48h Acétate d’éthyle 48,30 54,02 n-butanol 47,89 50,95 Launaea Hexane 80,82 / arborescens DCM / 50,04 Ether de pétrole 80,82 / Ether Diéthylique / 36,11 Acétate d’éthyle 35,23 / n-butanol / 1,64 Launaea Hexane / / nudicaulis Ether de pétrole / / Ether diéthyle / / DCM 80,82 70,18 Acétate d’éthyle / 36,14 n-butanol 48,64 / Warionia Ether diéthylique 50,95 50,18 saharae DCM 50,95 36,17 Chloroforme 80,82 50,95 Acétate d’ éthyle 50,95 48,64 n-Butanol 34,53 36,14 Hexane 49,01 / DCM / 48,64 Anvillea radiata Ether de pétrole 2,67 / Ether Diéthylique / / Acétate d’éthyl e 35,21 0,35 n-butanol 34,03 36,02 Hexane / 50,95 DCM 50,47 / Bubonium Ether de pétrol / / graveolens Ether Diéthylique 35,23 / Acétate d’éthyl e 35,28 36,52 n-butanol 34,03 36,14

Hexane 50,95 / 72h DCM / 35,83 Launaea Ether de pétrole 50,95 / arborescens Ether Diéthylique / 1,88 Acétate d’éthyl e 3,41 / n-butanol / 0,10 Hexane / / Launaea Ether de pétrole / / nudicaulis Ether diethyle / / ~ 181 ~

Résultats et Discussion

DCM 50,95 48,05 Acétate d’ éthyle / 34,36 n-butanol 47,25 / Warionia Ether diéthylique 36,02 1,88 saharae DCM 35,62 2,14 Chloroforme 51,51 49,62 Acétate d’éthyle 36,14 47,25 n-Butanol 1,44 34,37 Hexane 35,63 / Anvillea radiata DCM / 35,62 Ether de pétrole 1,031 / Ether Diéthylique / / Acétate d’éthyle 4,52 0,11 n-butanol 3,30 3,99 Hexane / 35,62 DCM 35,83 / Bubonium Ether de pétrole / / graveolens Ether Diéthylique 6,39 / Acétate d’éthyl e 6,68 1,37 n-butanol 4,17 1,64 Launaea Hexane 36,14 /

arborescens DCM / 2,93 96h Ether de pétrole 48,19 / Ether Diéthylique / 0,97 Acétate d’éthyle 1,44 / n-butanol / 0,52 Launaea Hexane / / nudicaulis Ether de pétrole / / Ether diéthyle / / DCM 48,64 2,67 Acétate d’éthyle / 2,65 n-butanol 35,28 / Ether diéthylique 2,40 0,50 Warionia DCM 4,31 1,11 saharae Chloroforme 49,01 47,53 Acétate d’éthyle 2,67 35,28 n-Butanol 1,98 3,99 Contrôle négatif Solution aqueuse / / Contrôle positif Niclosamine 11.6 11.6 Contrôle DMSO à 1% / /

D’après l’analyse du tableau 24, nous constatons que certaines fractions organiques ont montré une très forte activité nématicide particulièrement vis-à-vis Heterodera juste après 48 heures d’exposition à la fraction d’acétate d’éthyle de la plante Anvillea radiata (LC50 : 0,96 μg/mL).

~ 182 ~

Résultats et Discussion

Autrement, la fraction n-butanolique de Launaea arborescens a révélé un taux important d’éclosion de masse des œufs du genre Heterodera après 48h avec la mortalité des larves par LC50 est égale à 1,64 μg/mL. Pour Warionia saharae, les masses des œufs d’Heterodera ont éclosé après 72 heures d’exposition aux fractions éthériques et dichlorométaniques avec des taux de LC50 :1,88 μg/mL et 2,14 μg/mL respectivement avec une mortalité partielle des larves libérées. De ce fait, la plupart des fractions organiques des Asteracées étudiés possèdent une activité nématicide vis-à-vis aux Heterodera spp. sur une durée d’exposition réduite (48h), en revanche, pour l’éclosion des masses des œufs de Globodera spp, nécessite une durée allant de 72h à 96h avec la fraction éther de pétrole de la plante Anvillea radiata (LC50 : 2,67 μg/mL), la fraction n- butanolique pour Warionia saharae (LC50 : 1,44 μg/mL), les fractions éthériques, acétate d’éthyle et n-butanolique de Bubonium graveolens ont une activité nématicide en fonction du temps d’exposition de 96h : LC50 : 6,39 μg/mL ; 6,68 μg/mL et 4,17 μg/mL respectivement (Tableau 24).

Les résultats exprimés dans le tableau 25 indiquent des valeurs de LC50 supérieurs à 101,595 µg/ml (représente le témoin positif) pour la plupart des extraits aqueux soit par macération ou à reflux à l’exception du décocté de Haloxylon articulatum après 72h d’exposition des kystes de Globodera qui a donné une valeur minimale en LC50 = 16,354 µg/ml et le macérat de la même plante a divulgué une activité importante avec LC50 : 10,379 µg/ml mais après 96h d’exposition des kystes Globodera spp. à l’extrait avec la mortalité de larves libérées des masses des œufs (kystes), tandis que pour les kystes d’Heterodera spp. le taux de mortalité de la moitié de la population ou l’éclosion des masses des œufs était de 31,60 µg/ml pour le macérat de Haloxylon articulatum et 12,813µg/ml pour le décocté de la même plante mais avec un temps d’exposition important de 96h et plus.

~ 183 ~

Résultats et Discussion

Tableau 25: Résultats de l’activité nématicide des extraits aqueux (par macération et à reflux) de quelques plantes de la famille des Caryophyllacées, Chenopodiacées, Euphorbiacées et Verbenacées exprimés en concentration léthale (µg / ml) à 50 % de mortalité acumulée sur les nématodes à kyste Globodera et Heterodera : Période Plantes étudiées types Globodera Heterodera d’exposition d’extrac tion LC50 (µg/ml) LC50 (µg/ml) Gymnocarpos decander Mac 766,99 806,364 Ref 515,338 766,999 Haloxylon articulatum Mac 508,876 736,802 24 Ref 736,802 / Euphorbia retusa Mac 736,802 806,364 Ref 508,876 / Euphorbia guyoniana Mac 736,802 700,285 Ref 806,364 806,364 Lantana camara Mac 806,364 736,802 Ref 736,802 736,802 Gymnocarpos decander Mac 488,089 766,999 Ref 496,022 496,022 Haloxylon articulatum Mac 480,046 494,556 48 Ref 360,225 508,876 Euphorbia retusa Mac 671,781 736,802 Ref 489,457 508,876 Euphorbia guyoniana Mac 700,285 671,781 Ref 736,802 736,802 Lantana camara Mac 485,622 700,285 Ref 716,760 498,756 Gymnocarpos decander Mac 485,622 700,258 Ref 477,841 477,841 Haloxylon articulatum Mac 343,226 355,522 72 Ref 16,354 360,225 Euphorbia retusa Mac 475,140 700,258 Ref 475,072 480,046 Euphorbia guyoniana Mac 650,179 650,179 Ref 671,781 700,258 Lantana camara Mac 471,420 650,179 Ref 700,258 480,046 Gymnocarpos decander Mac 360,297 671,781 Ref 355,963 355,963 Haloxylon articulatum Mac 10,379 31,60 96 Ref 4,228 12,813 Euphorbia retusa Mac 358,987 671,781 Ref 460,167 466,689 Euphorbia guyoniana Mac 631,877 631,877 Ref 650,179 671,781 Lantana camara Mac 450,747 631,877 Ref 480,046 466,689 Controle positif VETACUR Solution 101,595 101,595 aqueuse Controle négatif Eau distillée stérile Y=0 Y=0 Y=0

~ 184 ~

Résultats et Discussion

Tableau 26: Résultats de l’activité nématicide des fractions organiques de quelques plantes des familles des Caryophyllacées, Chenopodiacées, Euphorbiacées et Verbenacées vis-à-vis aux nématodes à kyste Globodera et Heterodera : (LC50, μg/mL) : Période plantes Types de Globodera Heterodera d'exposition fractionnement LC50 (µg/ml) LC50 (µg/ml) Gymnocarpos Ether diéthyle / 3,177 decander DCM 80,82 61,475 Acétate d’éthyle 2,40 1,649 n-butanol 6,685 4,897 Haloxylon Hexane / 80,825 articulatum Ether de pétrole / / DCM 35,620 36,140 Chloroforme / 48,640 Acétate d’éthyle 4,173 1,649 n-butanol 61,475 50,954 24h Euphorbia Hexane / 35,620

retusa Ether diéthyle / 2,677 DCM 4,173 3,305 Chloroforme / / Acétate d’éthyle 1,11 0,166 n-butanol 80,82 / Euphorbia Hexane 50,954 / guyoniana Ether de pétrol / / Ether diéthyl / / DCM 88,58 80,825 Chloroforme / / Acétate d’éthyle 34,36 36,140 n-butanol 88,58 80,825 Lantana Hexane / 0,977 camara Ether de pétrole / 1,832 Ether diéthyle 70,18 73,979 DCM / 1,649 Chloroforme / 36,140 Acétate d’éthyle 88,58 / n-butanol 80,825 73,979 Gymnocarpos Ether diéthyle / 4,173 decander DCM 50,95 46,086 48h Acétate d’éthyle 4,228 2,656 n-butanol 4,173 6,685 Haloxylon Hexane / 73,979 articulatum Ether de pétrole / 73,979 DCM 46,086 35,620 Chloroforme / 47,255 Acétate d’éthyle 3,721 2,656 n-butanol 50,954 36,140 Euphorbia Hexane / 34,031

retusa Ether diéthyle / 3,721

DCM 1,649 2,951

Chloroforme / 80,825

Acétate d’éthyle 1,649 0,590

n-butanol 70,18 80,825

~ 185 ~

Résultats et Discussion

Euphorbia Hexane 48,640 / guyoniana Ether de pétrole 88,58 / Ether diéthyle 80,825 73,979 DCM 70,18 73,979 Chloroforme 88,58 / Acétate d’éthyle 34,031 34,378 n-butanol 80,825 73,979 Lantana Hexane / 0,520 camara Ether de pétrole / 1,281 Ether diéthyle 50,954 48,640 DCM / 0,425 Chloroforme / 1,649 Acétate d’éthyle 61,475 50,954 n-butanol 73,97 50,954 Gymnocarpos Ether diéthyle 80,82 2,192 decander DCM 36,02 35,499 Acétate d’éthyle 10,379 1,045 n-butanol 4,773 4,936 Haloxylon Hexane / 50,954 articulatum Ether de pétrol / 50,954 DCM 38,12 34,031 Chloroforme / 35,286 Acétate d’éthyle 2,656 1,290 n-butanol 47,255 34,364 Euphorbia Hexane / 4,773 72h retusa Ether diéthyle / 1,832 DCM 1,045 2,614 Chloroforme / 50,954 Acétate d’éthyle 0,977 0,483 n-butanol 61,475 50,984 Euphorbia Hexane 35,620 / guyoniana Ether de pétrole 80,825 / Ether diéthyle 70,18 48,640 DCM 61,475 50,954 Chloroforme 70,18 / Acétate d’éthyle 34,03 33,292 n-butanol 50,954 48,640 Lantana Hexane / 0,410 camara Ether de pétrole / 1,339 Ether diéthyle 49,23 36,021 DCM / 0,166 Chloroforme / 1,425 Acétate d’éthyle 50,954 36,140 n-butanol 61,475 48,640 Gymnocarpos Ether diéthyle / 1,59 decander DCM 35,62 8,802 Acétate d’éthyle 0,590 0,590 n-butanol 3,177 4,920 Haloxylon Hexane 50,954 36,140 articulatum Ether de pétrol 73,979 48,640 DCM 33,292 4,173 Chloroforme 50,954 33,87

~ 186 ~

Résultats et Discussion

Acétate d’éthyle 1,832 0,738 n-butanol 35,620 3,177 Euphorbia Hexane 73,979 2,536 retusa Ether diéthyle 61,475 1,281 DCM 0,977 1,457 Chloroforme 50,954 36,140 96h Acétate d’éthyle 0,410 0,634 n-butanol 48,640 36,140 Euphorbia Hexane 3,177 80,82 guyoniana Ether de pétrole 73,979 88,58 Ether diéthyle 50,954 47,255 DCM 48,640 36,140 Chloroforme 61,475 80,82 Acétate d’éthyle 33,292 4,818 n-butanol 49,23 35,620 Lantana Hexane 48,640 0,410 camara Ether de pétrole 73,979 0,634 Ether diéthyle 36,140 34,378 DCM 80,825 0,098 Chloroforme 61,475 1,045 Acétate d’éthyle 33,87 34,364 n-butanol 50,954 35,620 Contrôle Solution aqueuse / / négatif Contrôle Niclosamine 11.6 11.6 positif Contrôle DMSO à 1% / / Selon les résultats exprimés sur le tableau 26, les plantes étudiées : Gymnocarpos decander (Caryophyllaceae), Haloxylon articulatum (Chenopodiaceae), Euphorbia retusa, Euphorbia guyoniana (Euphorbiaceae) et Lantana camara (Verbenaceae) montrent des valeurs en LC50 très inférieurs au contrôle positif (LC50 : 11,6 μg/mL), particulièrement, la fraction dichlorométhane de Lantana camara (LC50 :0,098 μg/mL) après 96h d’exposition. Autrement, après 24h d’exposition aux fractions, la valeur minimale en LC50 : 0,166 μg/mL a été signalée pour la fraction d’acétate d’éthyle d’Euphorbia retusa. Cette même valeur a été notable avec la fraction dichlorométhane de Lantana camara après 72h d’exposition. Vis-à-vis aux genres Globodera et Heterodera, l’activité nématicide la plus importante a été considérable chez Heterodera avec des valeurs de LC50 varient de 0,166 μg/mL (pour la fraction d’Acétate d’éthyle de la plante Euphorbia retusa après 24h d’exposition) et 4,897 μg/mL (pour la fraction n-butanolique de la plante Gymnocarpos decander après 24h d’exposition) (Tableau 26). Diversement, les fractions les plus actives en éclosion des masses des œufs et libération des larves infestantes mortes (activité larvicide) ont été démontrées avec les fractions d’acétate d’éthyle et n-butnolique et parfois hexaniques.

~ 187 ~

Résultats et Discussion

Tableau 27: Résultats de l’activité nématicide des extraits aqueux (par macération et à reflux) de quelques plantes de la famille des Fabacées, Rhamnacées et Solanacées exprimés en concentration léthale (µg / ml) à 50 % de mortalité acumulée sur les nématodes à kyste Globodera et Heterodera :

Période Plantes types Globodera Heterodera d’extraction d’exposition étudiées LC50 (µg /ml) LC50 (µg/ml) Acacia Mac 806,364 806,364 raddiana Ref 736,802 806,364 Zizyphus lotus Mac 736,802 / 24h Ref 806,364 / Datura Mac / / stramonium Ref 508,876 / Hyoscyamus Mac 41,475 700,258 muticus Ref 360,035 806,364 Acacia Mac 736,802 736,802 raddiana Ref 700,258 508,876 Zizyphus lotus Mac 700,258 806,364 48h Ref 736,802 508,876 Datura Mac / 736,802 stramonium Ref 480,046 / Hyoscyamus Mac 14,970 671,781 muticus Ref 343,226 736,802 Acacia Mac 700,258 498,756 raddiana Ref 671,781 360,225 Zizyphus lotus Mac 671,781 508,876 72h Ref 700,258 360,225 Datura Mac 806,364 671,781 stramonium Ref 466,689 508,876 Hyoscyamus Mac 19,090 650,179 muticus Ref 37,807 700,258 Acacia Mac 492,300 360,035 raddiana Ref 543,088 343,226 Zizyphus lotus Mac 650,179 360,035 96h Ref 671,781 343,226 Datura Mac 508,876 631,877 stramonium Ref 435,535 466,689 Hyoscyamus Mac 47,016 631,877 muticus Ref 17,696 671,781 Contrôle VETACUR Solution 101,595 101,595 positif aqueuse Contrôe Eau distillée Y=0 Y=0 Y=0 négatif stérile

~ 188 ~

Résultats et Discussion

Les plantes sahariennes toxiques de la famille des Solanacées (Hyoscyamus muticus) figurent une activité nématicide (vis-à-vis Globodera) importante au dela de 24h d’exposition avec une LC50 : 41,475 μg/mL avec le macérat de cette plante et diminue au bout de 48h à LC50 :14,970 μg/mL ; tandis que pour le décocté (à reflux) ; la valeur minimale en LC50 : 17,696 μg/mL, a été enregistrée après 96h d’exposition en extrait (Tableau 27).

Les autres plantes des Fabacées (Acacia raddiana), Rhamnacées (Zizyphus lotus) et Solanacées (Datura stramonium) ne possèdent pas une activité nématicide remarquable dont toutes les valeurs de LC50 étaient supérieures au contrôle positif VETACUR (101,595 μg/mL) (Tableau 27).

Tableau 28: Résultats de l’activité nématicide des fractions organiques de quelques plantes des familles des Fabacées, Rhamnacées et Solanacées vis-à-vis aux nématodes à kyste Globodera et Heterodera : (LC50, μg/mL) : Période plantes Types de Globodera Heterodera d'exposition fractionnement LC50 (µg/ml) LC50 (µg/ml) Acacia Ether diéthyle / / raddiana DCM 50,954 / Acétate d’éthyle 93,563 73,979 n-butanol 80,825 80,825 Zizyphus Hexane / 80,825 lotus Ether de pétrole / / Ether diéthyle / 50,954 DCM 73,979 50,954 Chloroforme / / Acétate d’éthyle 0,166 50,954 24 n-butanol 80,825 50,954 Datura Hexane 31,650 31,650 stramonium Ether de pétrole 1,281 0,602 Ether diéthyle 1,045 0,738 DCM 0,483 0,634 Chloroforme 3,862 3,106 Acétate d’éthyle 0,602 0,773 n-butanol 2,788 0,178 Hyoscymus Ether diéthyle 0,425 0,166 muticus DCM 5,337 1,045 Acétate d’éthyle 0,002 0,095 n-butanol 34,031 2,677

~ 189 ~

Résultats et Discussion

Acacia Ether diéthyle 80,825 73,979 raddiana DCM 36,140 50,043 Acétate d’éthyle 50,954 48,640 n-butanol 50,043 50,954 Zizyphus Hexane / 50,954 lotus Ether de pétrole / / Ether diéthyl / 48,640 DCM 50,043 36,140 Chloroforme / / Acétate d’éthyle 0,098 36,140 48 n-butanol 3,805 33,049 Datura Hexane 0,095 0,178 stramonium Ether de pétrole 1,339 0,773

Ether diéthyle 0,590 0,098

DCM 0,143 3,106

Chloroforme 4,00 3,749

Acétate d’éthyle 0,773 0,178

n-butanol 2,607 1,692

Hyoscymus Ether diéthyle 0,166 0,098

muticus DCM 3,305 0,590

Acétate d’éthyle 0,095 0,178 n-butanol 4,773 0,425 Acacia Ether diéthyle 73,979 50,043 raddiana DCM 34,378 36,021 Acétate d’éthyle 36,140 35,620 n-butanol 48,058 36,021 Zizyphus Hexane / 48,640 72 lotus Ether de pétrole / / Ether diéthyle / 36,140 DCM 36,021 34,378 Chloroforme / / Acétate d’éthyle 0,483 1,649 n-butanol 36,140 34,378 Datura Hexane 0,634 1,692 stramonium Ether de pétrole 4,380 3,106 Ether diéthyle 1,339 0,095 DCM 0,275 2,994 Chloroforme 2,788 2,607 Acétate d’éthyle 3,106 1,692 n-butanol 0,817 0,567 Hyoscymus Ether diéthyle 0,602 0,095 muticus DCM 2,550 0,483 ~ 190 ~

Résultats et Discussion

Acétate d’éthyle 0,178 0,122 n-butanol 1,290 0,166 Acacia Ether diéthyle 65,229 35,970 raddiana DCM 2,650 2,677 Acétate d’éthyle 1,649 3,177 n-butanol 3,177 4,311 Zizyphus Hexane 80,825 47,25 lotus Ether de pétrole 50,954 48,640 Ether diéthyle 36,140 34,364 DCM 34,378 4,897 Chloroforme 73,979 50,954 Acétate d’éthyle 0,536 1,045 n-butanol 3,805 33,049 Datura Hexane 0,178 1,494 stramonium Ether de pétrole 0,624 2,607

Ether diéthyle 0,634 2,788 96 DCM 2,607 1,494 Chloroforme 2,607 0,817 Acétate d’éthyle 2,994 1,494 n-butanol 0,181 0,181 Hyoscymus Ether diéthyle 0,773 0,178 muticus DCM 1,339 0,634 Acétate d’éthyle 1,692 2,607 n-butanol 0,738 0,098 Contrôle Solution aqueuse / / négatif Contrôle Niclosamine 11.6 11.6 positif Contrôle DMSO à 1% / /

Les résultats exprimés sur le tableau 28 montrent que les fractions organiques des solanacées étudiées (Datura stramonium et Hyoscymus muticus) disposent une activité nématicide très importante, dont la valeur minimale a été enregistrée avec la fraction d’acétate d’éthyle de la plante Hyoscymus muticus après 24h d’exposition des Globodera à l’extrait (LC50 : 0,002µg/ml). Cette valeur significative est très inférieure à celle du controle positif (LC50 : 11,6µg/ml).D’autre part pour les Rhamnacées (Zizyphus lotus), l’activité nématicide a débuté après 72h d’exposition avec la même fraction d’acétate d’éthyle pour Globodera et Heterodera (LC50 : 0,483 et LC50 : 1,649) respectivement.

~ 191 ~

Résultats et Discussion

I.7.Résultats de l’activité nématicide in vivo :

Les analyses des pots (lots) ont été effectuées au laboratoire pour déceler la présence des nématodes dans les plantes (céréales : orge « Barberousse ») par l’apparition de quelques symptômes ou même dans le sol.

Les résultats des analyses des lots ont montré que tous les lots des graines utilisés pour notre expérimentation sont sains, on a semis à rasions de 10 graines/pot. Le choix des extraits (macérat ou décocté) à tester in vivo s’est basé sur les plus actives testées préalablement in vitro.

Après le semis en mois de Septembre 2015, les cotylédons et les racines sont apparus trois à cinq jours après. Il y a eu une bonne germination, de ce fait, d’après la bibliographie, il faut de 7 à 12 jours pour la levée, avec une température comprise entre 20C° à 25C°.

L’évaluation des symptômes a été réalisée par des observations phénotypiques sur une plante/pot selon l’échelle de Hanounik et al., (1986), avec l’état de développement des racines (Tableau 29). Ces notifications ont été enregistrées chaque mois pendant tout le cycle de la plante, ce qui a permi d’évaluer le degré d’infestation au cours du temps et la comparaison avec le témoin résistant négatif et positif (Figure 46).

~ 192 ~

Résultats et Discussion

Tableau 29 : Résultats d’observation des niveaux d’infestation des échantillons de céréales (orge « Barberousse ») par les nématodes à kyste (Heterodera) après traitement aux extraits aqueux (macérat ou décocté) :

Echelle Echelle 1- Echelle 2- Echelle 3- Echelle 5 - Echelle Echelle 8- Echelle 9- 7-

Racines Niveau 1 Décocté de Décocté / / / / / Bubonium Haloxylon graveolens articulum Niveau 2 Macérat Décocté de / / / / / Hyoscymus Launaea muticus arborescens Niveau 3 Décocté Datura Macérat Macérat Zizyphus Décocté Launaea / Macérat / stramonium Datura lotus nudicaulis Lantana camara stramonium Niveau 4 Décocté / Décocté Acacia Macérat Launaea / / / Euphorbia raddiana nudicaulis retusa Niveau 5 / / Macérat Warionea / / / / saharae Observations Echelle : Racines : 1-Absence de symptômes, Niveau 1 : très bon dévelepement des racines et ramifications 2-Résistante, Niveau 2 : dévelepement des racines avec ramification 3- Nécrose au niveau du collet, Niveau 3 : développement des racines sans ramification 5 - Nécrose sur tige puis gonflement. Moyennement résistante, Niveau 4 : Appartion des nodules en racines 7- Nécrose + gonflement + distorsion. Niveau 5 : déformation des racines. 8-Sensibles à Très sensibles, 9- Plantes très infestées (La mort de la plante).

~ 193 ~

Résultats et Discussion

Photo a : témoin négatif (à Photo b : témoin négatif (à Photo c : témoin négatif (à gauche) et témoin positif (à gauche) et céréales traité par gauche) et céréales traité droite) après 21 jours le décocté de Bubonium par le macérat de Warionea d’innoculation. graveolens (à droite) après saharae (à droite) après 21 21 jours d’innoculation. jours d’innoculation.

Photo d : témoin négatif (à Photo e : témoin négatif (à Photo f : témoin négatif (à gauche) et céréales traité par le gauche) et céréales traité par le gauche) et céréales traité par le décocté de Datura macérat de Datura décocté d’Euphorbia retusa stramonium (à droite) après stramonium (à droite) après (à droite) après 21 jours 21 jours d’innoculation. 21 jours d’innoculation. d’innoculation.

Photo g : témoin négatif (à gauche) et céréales traité par le macérat de Lantana camara (à droite) après 21 jours d’innoculation.

Figure 46: Résultats de traitement des plantes infectées (orge « Barberousse ») par des nématodes à kyste (Heterodera) avec des extraits aqueux de quelques plantes sahariennes. ~ 194 ~

Résultats et Discussion

Après l’inoculation, durant la deuxième semaine, on a observé un jaunissement des feuilles sur toutes les plantes et cela est probablement dû aux manques d’ensoleiements mais pour les autres symptômes tel que flétissement et autres de l’échelle de Hanounik et al., (1986), . Environ 61 jours (au mois de Novembre) après la première inoculation, on a observé l’apparition des premiers symptômes sur les plantes. En effet, l’expression des symptômes est en fonction de la sévérité de l’attaque (c'est-à-dire sensibilité des populations aux extraits aqueux des plantes étudiées).

Au mois de Décembre, les nématodes à kyste inoculés (Heterodera) ont provoqué des lésions qui ont débuté à la base des racines (au niveau du collet), ces lésions étaient de couleur blanche à grisatre. Nous avons observés des symptômes, plus avancés que les autres populations. Cependant, les symptômes observés sur les populations traitées par les extraits ont été moins prononcés que celle du témoin positif (Figure 46). Tableau 30 : Résultats du dénombrement des kystes d’Heterodera après après 86 jours de traitement par les extraits aqueux des plantes étudiées à partir des sols des cultures infestées.

Nombre de kyste Nombre de Nombre de kyste Remarques Extraits kystes non éclosés testés éclosés Bubonium graveolens à reflux 02 28 Absence des larves Haloxylon articulum à reflux 05 25 Absence des larves Hyoscymus muticus par macération 03 27 Absence des larves Launaea arborescens à reflux 04 26 Absence des larves Datura stramonium à reflux 09 21 Larves vivantes Datura stramonium par macération 07 23 Larves vivantes et mortes Zizyphus lotus par macération 12 18 Larves vivantes et mortes Launaea nudicaulis à reflux 15 15 Larves vivantes Lantana camara par macération 25 05 Larves vivantes et mortes Euphorbia retusa à reflux 08 22 Larves vivantes et mortes Acacia raddiana à reflux 20 10 Larves vivantes et mortes Launaea nudicaulis par macération 18 12 Larves infestantes Warionea saharae par macération 22 08 Larves mortes

~ 195 ~

Résultats et Discussion

Les résultats in vivo sont comparables aux ceux in vitro, parfois plus significatifs vis-à-vis aux extraits aqueux de quelques plantes tels que Bubonium graveolens, Haloxylon articulum, Launaea arborescens et Datura stramonium qui représentent une activité nématicide importante, ceci s’explique par l’inhibition d’éclosion des masses des œufs avec libération des masses des œufs ; en revanche, certains extraits ont favorisé l’éclosion des masses des œufs et libération des stades larvaires infestants (Launaea nudicaulis), alors que la libération des larves a été signalée pour les extraits des plantes : Datura stramonium, Zizyphus lotus, Lantana camara, Euphorbia retusa et Acacia raddiana. Autrement, le macérat de la plante Warionea saharae a influencé sur le déveleppement des larves dont il a une activité larvicide tout en provoquant la mortalité des larves infestants. Tandis que celui de Datura stramonium et Zizyphus lotus ont une activité larvicide moin importante.

I.8.Résultats de l’activité molluscicide : L’expression des résultats est basée sur la mortalité accumulée à 50% des mollusques d’eau douce, transporteurs des parasites pathogènes (Schistosoma et Fasciola) après avoir les exposer aux extraits aqueux des plants étudiées et aux fractions organiques ,soit par contact direct ou en nutrition. Ces résultats ont été calculés et enregistrés sur les tableaux suivants (Tableau 31 au Tableau 34), afin de comparer et avoir les meilleurs extraits ayant une bonne activité molluscicide. D’après les résultats de l’activité molluscicide, le contrôle positif (LIMACIDE PRO) a révélé une valeur en LC50=36,148 µg/ml, alors qu’il existe des valeurs en LC50 très inférieurs pour le macérat de Launaea nudicaulis après seulement 24heures d’exposition (LC50=8,178 µg/ml), ce qui signifie une très bonne activité molluscicide de cet extrait, même pour le macérat de Warionia saharae avec une LC50=25,481 µg/ml. D’autre part, les résultats exprimés dans le tableau 30, représentent des valeurs en LC50=16,354 µg/ml pour les décoctées des plantes : Bubonium graveolens et Launaea arborescens après 24h d’exposition aux extraits, ceci explique une bonne activité molluscicide vis-à-vis au Bulinus truncatus ; en revanche, le macérat de Launaea nudicaulis a révélé une très bonne activité molluscicide vis-à-vis aux Lymnaea acumunata après 24h d’exposition avec une valeur en LC50=8,178 µg/ml.

~ 196 ~

Résultats et Discussion

L’activité molluscicide des décoctés de Warionia saharae vis-à-vis au Lymnaea acumunata nécessite plus de temps d’exposition au dela de 72 heures pour avoir une valeur en LC50= 4,830 µg/ml et sur le même temps d’exposition, le décocté d’Anvillea radiata renferme une activité molluscicide vis-à-vis aux Bulinus truncatus et Lymnaea acumunata avec des valeurs en LC50 : 16,354 µg/ml et 15,511 µg/ml respectivement mais le macérat d’Anvillea radiata dispose à une acitivité molluscicide seulement vis-à-vis Lymnaea acumunata (LC50=19,213 µg/ml) (Tableau 31). La valeur minimale en LC50 : 0,978 µg/ml a été enregistré après 96 heures d’exposition aux extraits (macérat de Bubonium graveolens et le décocté de Launaea arborescens) vis-à-vis Bulinus truncatus cela peut être expliqué par la meilleure acitivité molluscicide de ces extraits juste après 24 heures d’exposition soit par ingestion ou bien par contact direct. Tableau 31: Résultats de l’activité molluscicide des extraits aqueux (par macération et à reflux) de quelques plantes de la famille des astéracées exprimés en concentration léthale (µg / ml) à 50 % de mortalité accumulée sur les mollusques d’eau douce (Bulinus truncatus et Lymnaea acumunata). Période Plantes étudiées types Bulinus Lymnaea d’exposition d’extraction truncatus acumunata LC50 LC50 (µg/ml) (µg/ml) Anvillea radiata Mac 806,365 341,612 Ref 736,802 340,962 Bubonium graveolens Mac 359,120 343,545 24h Ref 16,354 356,717 Cotula cinerae Mac / / Ref 806,364 486,407 Launaea arborescens Mac 508,876 510,160 Ref 16,354 353,056 Launaea nudicaulis Mac 806,364 8,178 Ref / 356,556 Warionia saharae Mac 736,802 25,481 Ref 508,876 510,160 Anvillea radiata Mac 508,876 78,906 Ref 360,225 331,872 Bubonium graveolens Mac 16,354 330,910 48h Ref 4 ,228 113,472 Cotula cinerae Mac 806,364 510,160 Ref 360,225 353,056 Launaea arborescens Mac 4,228 486,407 ~ 197 ~

Résultats et Discussion

Ref 4,228 53,373 Launaea nudicaulis Mac 508,876 7,614 Ref 806,364 343,279 Warionia saharae Mac 37,807 8,178 Ref 16,354 47,820 Anvillea radiata Mac 360,225 19,213 Ref 16,354 15,511 Bubonium graveolens Mac 4,228 49,401 72h Ref 0,978 91,347 Cotula cinerae Mac 508,876 486,407 Ref 16,354 78,906 Launaea arborescens Mac 5,160 356,717 Ref 1,644 52,567 Launaea nudicaulis Mac 360,225 7,614 Ref 508,876 18,980 Warionia saharae Mac 28,920 7 ,614 Ref 21,423 4,830 Anvillea radiata Mac 16,354 43,827 Ref 4,228 43,827 Bubonium graveolens Mac 0,978 73,377 96h Ref 27,695 7,614 Cotula cinerae Mac 360,225 486,407 Ref 10,379 58,627 Launaea arborescens Mac 4,071 31,738 Ref 0,978 58,627 Launaea nudicaulis Mac 342,860 7,614 Ref 360,035 4,8304 Warionia saharae Mac 70,930 7 ,614 Ref 5,323 58,627 Contrôle LIMACIDE PRO Solution 36.148 36.148 positif aqueuse Contrôle Source d’eau Solution / / Négatif aqueuse

~ 198 ~

Résultats et Discussion

Les résultats de l’activité molluscicide des extraits organiques de quelques Asteracées (tableau 32) ont montré un effet très remarquable sur les mollusques d’eau douce (Bulinus truncatus et Lymnaea acumunata) dont les valeurs de LC50 sont inférieurs au contrôle positif (LC50=36,148µg/ml), à l’exception de quelques fractions héxaniques, éthériques et butanoliques dont les valeurs sont légèrement supérieurs et diminue au fur et à mesure au cours du temps, après 72 heures et 96 heures. Ceci est expliqué par la forte activité de certaines familles des molécules phytochimiques de quelques astéracées (les polyphénols, les flavonoides, les terpénoides….). En revanche, la synergie entre ces molécules phytochimiques des astéracées étudiés exhibent un faible effet molluscicide vis-à-vis aux mollusques d’eau douce.

Tableau 32: Résultats de l’activité molluscicide des fractions organiques de quelques plantes d’astéracées sur les mollusques d’eau douce (Bulinus truncatus et Lymnaea acumunata) (LC50, μg/mL) : Période plantes Extraction types Bulinus Lymnaea d'exposition truncatus acumunata LC50 (µg/ml) LC50 (µg/ml) Hexane 49,231 35,620 DCM 5,859 0,113 Ether de pétrole 47,508 32,454 Anvillea Ether Diéthylique 5,859 2,6073 radiata Acétate d’éthyle 50,954 49,231 n-butanol 32,892 34,543 Hexane 47,508 34,146 DCM 5,859 3,547 Bubonium Ether de pétrole 80,8253 70,180 graveolens Ether Diéthylique 5,859 4,778 24 Acétate d’éthyl e 4,722 1,494 n-butanol 88,58 80,825 Hexane 73,979 70,171 Launaea Ether Diéthylique 3,349 1,045 nudicaulis Acétate d’ éthyle 6,213 5,859 n-butanol 9,763 3,806 Warionia DCM 2,6073 0,002 saharae Ether Diéthyle 2,6073 0,520 Acétate d’ éthyle 5,859 1,551 Hexane 34,543 32,892 DCM 3,547 0,065 Anvillea Ether de pétrol 31,724 12,479 radiata Ether Diéthylique 3,349 1,494 Acétate d’éthyl e 49,401 47,508 n-butanol 31,230 33,260

~ 199 ~

Résultats et Discussion

Hexane 34,146 31,724 DCM 4,778 1,636 Bubonium Ether de pétrol 50,954 36,021 graveolens Ether Diéthylique 4,7229 3,349 48 Acétate d’éthyle 3,106 0,181 n-butanol 70,171 50,954 Launaea Hexane 47,508 34,146 nudicaulis Ether Diéthylique 7,484 0,098 Acétate d’ éthyle 5,859 3,749 n-butanol 6,213 3,106 Warionia DCM 1,551 0,002 saharae Ether Diéthyle 1,494 0,573 Acétate d’ éthyle 5,859 4,7229 Hexane 31,724 12,626 DCM 1,636 0,095 Anvillea Ether de pétrol 11,351 6,213 radiata Ether Diéthylique 2,6073 0,181 Acétate d’éthyl e 36,021 35,211 n-butanol 25,481 31,942 Hexane 32,892 31,230 DCM 3,806 0,181 Bubonium Ether de pétrol 47,508 33,238

graveolens Ether Diéthylique 3,749 4,380

Acétate d’éthyl e 2,607 Minimal

n-butanol 50,954 35,970

Hexane 12,626 7,484 Launaea Ether Diéthylique 2,607 0,536 72 nudicaulis Acétate d’ éthyle 4,7229 2,607 n-butanol 4,7229 2,607 Warionia DCM 0,536 0,003 saharae Ether Diéthyle 0,817 0,6347 Acétate d’ éthyle 4,722 4,568 Hexane 12,479 9,763 Anvillea DCM 0,536 3,106 radiata Ether de pétrol 4,568 3,547 Ether Diéthylique 0,6347 Minimal Acétate d’éthyle 7,484 4,525 n-butanol 12,626 10,946 Hexane 11,351 11,783 DCM 2,607 minimal Bubonium Ether de pétrole 9,763 4,818 graveolens Ether Diéthylique 3,106 3,749 Acétate d’éthyle 0,817 Minimal n-butanol 32,892 4,311 Launaea Hexane 9,763 11,351

nudicaulis Ether Diéthylique 1,636 3,106 96 Acétate d’ éthyle 3,106 0,817

~ 200 ~

Résultats et Discussion

n-butanol 2,607 0,181 DCM 0,181 0,003 Warionia Ether Diéthyle 0,536 0,6347 saharae Acétate d’ éthyle 3,106 4,380 Contrôle Solution aqueuse / / négatif Controle LIMACIDE Solution aqueuse 36.148 36.148 positif PRO Contrôle DMSO 1% Solution aqueuse 612.253 612.253

Les résultats de l’activité molluscicide des extraits aqueux (par macération et à reflux) de quelques plantes de la famille des Asclepiadacées, Brassicacées et capparidacées exprimés sur le tableau 33 montrent que le macérat de la plante Capparis spinosa possède une activité au bout de 24h seulement vis-à-vis Lymnaea acumunata avec une valeur de LC50 de 78,906 mg/ml qui est inférieurs aux autres valeurs enregistrès des autres plantes, mais après 48h, les extraits macéré et à reflux de la plante Calotropis procera ont révélé des activités très importantes (16,354 et 4 ,228 mg/ml)et inférieurs au témoin positif (36.148 mg/ml). La plus faible valeur en LC50 a été caculé avec le décocté de Calotropis procera vis-à-vis Bulinus truncatus (0,978mg/ml) après 72h d’exposition, cela confirme les résultats cités préalablement en travaux ultérieurs (Tableau 33).

Tableau 33: Résultats de l’activité molluscicide des extraits aqueux (par macération et à reflux) de quelques plantes de la famille des Asclepiadacées, Brassicacées et capparidacées exprimés en concentration léthale (µg / ml) à 50 % de mortalité acumulée sur les mollusques d’eau douce (Bulinus truncatus et Lymnaea acumunata).

Période Plantes étudiées types Bulinus Lymnaea d’expositi d’extracti truncatus acumunata on on LC50 (mg/ml) LC50 (mg/ml)

Calotropis procera Mac 766,99 806,364 Ref 515,338 766,999 Pergularia tomentosa Mac 508,876 736,802 24h Ref 736,802 / Moricandia arvensis Mac 736,802 806,364 Ref 508,876 / Zilla macroptera Mac 498,756 510,160 Ref 342,860 353,056 Capparis spinosa Mac 508,876 78,906

~ 201 ~

Résultats et Discussion

Ref 360,225 331,872 Calotropis procera Mac 16,354 330,910 Ref 4 ,228 113,472 Pergularia tomentosa Mac 806,364 510,160 48h Ref 360,225 353,056 Moricandia arvensis Mac 4,228 486,407 Ref 4,228 53,373 Zilla macroptera Mac 360,035 330,910 Ref 331,277 113,472 Capparis spinosa Mac 360,225 19,213 Ref 16,354 15,511 Calotropis procera Mac 4,228 49,401 Ref 0,978 91,347 Pergularia tomentosa Mac 508,876 486,407 72h Ref 16,354 78,906 Moricandia arvensis Mac 5,160 356,717 Ref 1,644 52,567 Zilla macroptera Mac 31,605 15,511 Ref 47,954 49,401 Capparis spinosa Mac 360,225 19,213 Ref 16,354 15,511 Calotropis procera Mac 4,228 49,401 Ref 0,978 91,347 Pergularia tomentosa Mac 508,876 486,407 96h Ref 16,354 78,906 Moricandia arvensis Mac 5,160 356,717 Ref 1,644 52,567 Zilla macroptera Mac 21,423 10,379 Ref 45,028 4,071 Capparis spinosa Mac 10,379 0,978 Ref 4,071 342,860 Controle LIMACIDE PRO Solution 36.148 36.148 positif aqueuse Controle Source d’eau Solution / / Negative aqueuse

~ 202 ~

Résultats et Discussion

Tableau 34: Résultats de l’activité molluscicide des fractions organiques de quelques plantes des familles : Asclepiadacées, Brassicacées et capparidacées sur les mollusques d’eau douce (Bulinus truncatus et Lymnaea acumunata) (LC50, μg/mL) :

Période plantes Extraction types Bulinus Lymnaea d'expos truncatus acumunata ition LC50 (µg/ml) LC50 (µg/ml) Calotropis Hexane 80,82 49,23 procera DCM 38,12 80,82 Ether de pétrole 50,04 80,82 Ether Diéthyle 70,33 80,12 acétate d’éthyle 49,23 38,12 n-butanol 51,51 80,82 Hexane 50,954 / Pergularia DCM / / tomentosa Ether de pétrole / / 24h Ether Diéthyle 88,58 80,825 Chloroforme / / acétate d’éthyle 34,36 36,140 n-butanol 88,58 80,825 Moricandia Hexane 21,607 50,954 arvensis DCM 80,825 50,954 Chloroforme 31,650 31,650 acétate d’éthyle 31,281 30,602 n-butanol 31,045 30,738 Zilla Hexane 20,483 20,634 macroptera Ether de pétrol 23,862 23,106 Ether diéthyle 20,602 30,773 DCM 22,788 30,178 Acétate d’éthyl 20,425 30,166 n-butanol 25,337 21,045 Capparis Hexane 30,002 30,095 spinosa Ether diéthyle 34,031 32,677 DCM 80,825 73,979 Chloroforme 36,140 50,043 Acétate d’éthyle 50,954 48,640 n-butanol 50,043 50,954 Calotropis Hexane 70.75 47,954 procera DCM 30,27 68,24

Ether de pétrol 45,27 70,640

Ether Diéthyl 50,043 77,140

~ 203 ~

Résultats et Discussion

acétate d’éthyl 38,366 32,125 n-butanol 41,098 76,140 Hexane 43,805 / Pergularia DCM / / tomentosa Ether de pétrol / / Ether Diéthyl 82,590 70,098 48h Chloroforme / / acétate d’éthyl 24,00 25,749 n-butanol 80,773 70,178 Moricandia Hexane 20,341 41,692 arvensis DCM 70,166 40,098 Chloroforme 30,305 30,590 acétate d’éthyl 30,095 30,178

n-butanol 29,773 28,425

Zilla Hexane 18,979 19,043

macroptera Ether de pétrol 20,378 21,021

Ether diéthyle 19,140 29,620

DCM 20,058 26,021

Acétate d’éthyl 16,125 48,640

n-butanol 20,166 20,954

Capparis Hexane 28,825 26,954 spinosa Ether diéthyle 31,650 31,050 DCM 50,281 70,602 Chloroforme 22,045 30,738 Acétate d’éthyl 21,483 40,634 n-butanol 43,862 44,106 72h Calotropis Hexane 60,602 40,773 procera DCM 22,788 60,178 Ether de pétrol 40,425 60,166 Ether Diéthyl 45,337 71,045 acétate d’éthyl 30,002 30,095 n-butanol 34,031 72,677 Hexane 38,825 / Pergularia DCM / / tomentosa Ether de pétrol / / Ether Diéthyl 50,043 50,954 Chloroforme / / acétate d’éthyle 18,705 20,778 n-butanol 75,638 68,640 Moricandia Hexane 18,043 36,140 arvensis DCM 62,656 33,140 Chloroforme 20,098 26,140 ~ 204 ~

Résultats et Discussion

acétate d’éthyl 23,805 26,049 n-butanol 22,095 20,178 Zilla Hexane 14,339 16,773 macroptera Ether de pétrol 12,590 13,098 Ether diéthyle 13,143 23,106 DCM 14,005 23,749 Acétate d’éthyle 12,773 36,178 n-butanol 18,607 18,692 Capparis Hexane 22,166 25,954 spinosa Ether diéthyle 25,825 29,954 DCM 31,650 61,650 Chloroforme 20,281 28,602 Acétate d’éthyl 19,045 30,738 n-butanol 40,483 41,634 Calotropis Hexane 53,862 33,106 procera DCM 20,602 50,773 Ether de pétrol 32,788 50,178 Ether Diéthyl 40,425 60,166 acétate d’éthyle 25,337 22,045 n-butanol 30,002 60,095 Hexane 34,031 / Pergularia DCM / / tomentosa Ether de pétrol / / Ether Diéthyl 40,954 48,640 Chloroforme / / acétate d’éthyl 15,684 18,954 n-butanol 70,624 60,958

Moricandia Hexane 15,345 32,640 96h arvensis DCM 50,043 31,140 Chloroforme 18,648 20,665 acétate d’éthyl 20,098 22,140 n-butanol 20,805 18,049 Zilla Hexane 12,095 15,178 macroptera Ether de pétrol 10,339 11,773 Ether diéthyle 11,590 20,098 DCM 18,143 43,106 Acétate d’éthyle 10,635 33,749 n-butanol 15,773 16,178 Capparis Hexane 21,607 20,692 spinosa Ether diéthyle 20,166 25,098 DCM 23,305 50,590 Chloroforme 18,095 20,178 ~ 205 ~

Résultats et Discussion

Acétate d’éthyl 14,773 20,425 n-butanol 38,979 40,043 Controle LIMACIDE Solution aqueuse 36.148 36.148 positif PRO Contrôle DMSO 1% Solution aqueuse 612.253 612.253 Controle Source Solution aqueuse / / Négatif d’eau

Par rapport aux fractions organiques, les fractions hexaniques des plantes : Moricandia arvensis, Zilla macroptera et Capparis spinosa représentent des taux de mortalité très importants de l’ordre de 21,607 µg/ml, 20,483 µg/ml et 30,002 µg/ml après 24 heures d’exposition vis-à-vis aux Bulinus truncatus (Tableau 34).

Pour Lymnaea acumunata, les fractions d’acétate d’éthyle et n-butanol de Moricandia arvensis exercent une activité molluscicide très important : 30,602µg/ml et 30,738µg/ml (Tableau 34).

La valeur minimale du LC50 a été enregistrée après 96h d’exposition des bulins (Bulinus truncatus) aux extraits organiques : hexaniques et éthérique de la plante Zilla macroptera (12,095µg/ml et 10,339µg/ml) (Tableau 34).

Selon les résultats exprimés sur le tableau 35, l’activité la plus importante a été enregistrée après 72 heures d’exposition, par le décocté des feuilles de Limoniastrum feei vis-à-vis au Lymnaea acumunata (LC50=13,644µg/ml).

Le macérat des tiges de Limoniastrum feei a enregistré une activité importante au bout de 48h d’exposition aux Bulinus truncatus (LC50=34,39µg/ml) (Tableau 35).

~ 206 ~

Résultats et Discussion

Tableau 35 : Résultats de l’activité molluscicide des extraits aqueux (par macération et à reflux) des différentes parties la plante : Limoniastrum feei (Plumbaginaceae) exprimés en concentration léthale (µg / ml) à 50 % de mortalité acumulée sur les mollusques d’eau douce (Bulinus truncatus et Lymnaea acumunata).

Période Les plantes étudiées types Bulinus Lymnaea d’exposition d’extraction truncatus acumunata LC50 (µg/ml) LC50 (µg/µl) Limoniastrum feei (rameaux) Mac 736,802 806,364 ref 508,876 / Limoniastrum feei (feuilles) Mac 498,756 360,035 24 ref 496,282 343,226 Limoniastrum feei (tiges) Mac 498,75 360,035 ref 498,75 343,226 Limoniastrum feei (rameaux) Mac 360,035 492,300 ref 343,226 543,088 Limoniastrum feei (feuilles) Mac 367,848 650,179 48 ref 356,920 671,781 Limoniastrum feei (tiges) Mac 34,39 508,876 ref 364,43 435,535 Limoniastrum feei (rameaux) Mac 52,78 47,016 ref 68,673 49,696 Limoniastrum feei (feuilles) Mac 91,174 92,300 72 ref 74,103 13,644 Limoniastrum feei (tiges) Mac 26,80 31,605 ref 52,78 47,954 Limoniastrum feei (rameaux) Mac 31,605 36,225 ref 15,644 16,354 Limoniastrum feei (feuilles) Mac 56,312 4,228 96 ref 68,673 15,644 Limoniastrum feei (tiges) Mac 65,32 31,605 ref 57,15 47,954 Controle LIMACIDE PRO Solution 36.148 36.148 positif aqueuse Controle Source d’eau Solution / / Negatif aqueuse

~ 207 ~

Résultats et Discussion

Tableau 36: Résultats de l’activité molluscicide des fractions organiques des différentes parties de la plante Limoniastrum feei (Plumbaginaceae) sur les mollusques d’eau douce (Bulinus truncatus et Lymnaea acumunata) (LC50, μg/mL) :

Période plantes types Bulinus Lymnaea d'exposition d’extraction truncatus acumunata LC50 (µg/ml) LC50 (µg/ml) Limoniastrum Ether diéthyle 50,954 36,140 feei (rameaux) DCM 73,979 48,640 24 n-butanol 33,292 34,173 Limoniastrum Hexane 50,954 33,87 feei (feuilles) Ether diéthyle 31,832 30,738 DCM 35,620 33,177 Chloroforme 73,979 32,536 Acétate d’éthyle 61,475 31,281 n-butanol 30,977 31,457 Limoniastrum Ether diéthyle 50,954 36,140 feei (tiges) DCM 20,410 20,634 Acétate d’éthyle 48,640 36,140 n-butanol 23,177 80,82 Limoniastrum Ether diéthyle 43,979 88,58 feei (rameaux) DCM 50,954 47,255 n-butanol 28,640 30,140 Limoniastrum Hexane 41,475 30,82 feei (feuilles) Ether diéthyle 28,292 24,818 DCM 29,23 25,620 48 Chloroforme 48,640 30,410 Acétate d’éthyle 53,979 20,634 n-butanol 26,140 28,378 Limoniastrum Ether diéthyle 40,825 30,098 feei (tiges) DCM 18,475 19,045 Acétate d’éthyle 33,87 34,364 n-butanol 20,954 75,620 Limoniastrum Ether diéthyle 40,954 76,140 feei (rameaux) DCM 43,979 40,640 n-butanol 23,292 24,173 Hexane 35,954 28,87 Limoniastrum Ether diéthyle 21,832 20,738 feei (feuilles) DCM 25,620 23,177 72 Chloroforme 40,979 22,536 Acétate d’éthyle 51,475 19,281 n-butanol 20,977 21,457 Limoniastrum Ether diéthyle 30,954 236,140 feei (tiges) DCM 15,410 17,634 Acétate d’éthyle 30,640 30,140 n-butanol 13,177 60,82

Limoniastrum Ether diéthyl 33,979 70,58

~ 208 ~

Résultats et Discussion

feei (rameaux) DCM 40,954 37,255 96 n-butanol 20,640 23,140 Limoniastrum Hexane 26,475 27,82 feei (feuilles) Ether diéthyle 20,292 14,818 DCM 19,23 20,620 Chloroforme 38,640 20,410 Acétate d’éthyl 43,979 18,634 n-butanol 16,140 18,378 Limoniastrum Ether diéthyle 20,825 20,098 feei (tiges) DCM 12,475 11,045 Acétate d’éthyle 23,87 29,364 n-butanol 10,954 50,620 Controle LIMACIDE Solution aqueuse 36.148 36.148 positif PRO Contrôle DMSO 1% Solution aqueuse 612.253 612.253 Controle Source d’eau Solution aqueuse / / Négatif

La partie aérienne de la plante Limoniastrum feei (Feuilles, rameaux et tiges) possède plusieurs composants phytochimiques d’après les différentes fractions organiques. Ces extraits organiques constituent une source des produits à activité molluscicide vis-à-vis aux mollusques d’eau douce (Bulinus truncatus et Lymnaea acumunata). Après 24 heures seulement d’exposition de ces mollusques aux fractions organiques : éthériques, dichlorométhanique et butanolique, une mortalité importante a été enregistrée pour les parties rameaux, feuilles et tiges avec des valeurs en LC50 inférieurs aux celui signalé avec le contrôle positif (LIMACIDE PRO), cela était significative pour la fraction butanolique des rameaux de la plante Limoniastrum feei vis-à-vis aux Bulinus truncatus et Lymnaea acumunata (33,292µg/ml et 34,173µg/ml) respectivement (Tableau 36). D’autres résultats sur le tableau 36 sont aussi important tel que les fractions butanolique et dichlorométanique des tiges de Limoniastrum feei (23,177µg/ml, 20,410µg/ml et 20,634µg/ml) respectivement vis-à-vis Bulinus truncatus et Lymnaea acumunata, après 24heures d’exposition, alors que la valeur minimale a été enregitrée LC50= 10,954µg/ml pour la fraction butanolique des tiges de Limoniastrum feei après 94h d’exposition.

~ 209 ~

Résultats et Discussion

II. Discussion : II.1.Criblage phytochimique : Dans le but de rechercher les différentes classes des substances secondaires dans les extraits d’Asteriscus graveolens, nous avons effectué un screening phytochimique par la mise en place d’un ensemble de réactions de caractérisation des différents composés chimiques à savoir : les flavonoïdes, les saponines, les tanins, les alcaloïdes, les anthocyanes, les terpènes et les composés cyanogénétiques.

Le screening phytochimique a porté sur la partie aérienne de la plante afin d’identifier le maximum de composés phénoliques. De plus, une étude qualitative ayant pour but principal de définir les types des polyphénols existant dans les parties aériennes des plantes étudiées a été effectuée. Il s’agit de Calotropis procera, Hyoscyamus muticus et Pergularia tomentosa qui sont trois plantes très abondantes dans le Sahara. Ces espèces végétales peuvent être valorisées comme source d’alcaloïdes (Cheriti et al., 2004 ; Sekkoum et al.,2011)

Selon El-Mousallamy et al., (1991), Acacia raddiana Savi contient des polyphénols, des flavonoïdes et des tanins hydrolysables. Peu de travaux ont été publié sur la phytochimie de H. scoparium (Ben Salah et al., 2002). Les alcaloïdes représentent 2 à 4.5 % : anabasine, aphyllidine et lupinine. Pergularia tomentosa est connu par son contenu en molécules biologiquement actives tels que les polyphénols: flavonoïdes, tanins, glycosides cardiaques, les glycosides cyanogènes, des saponines, des flavonoïdes, des tanins (Hassan et al., 2007).

Les extraits des tiges Pergularia tomentosa ont donné les mêmes flavanols glycosides, y compris les 3-O-galactoside et 3-O-glucosides de quercétine et kaempférol, et malonylhexosides de quercétine, kaempférol et Isorhamnetin. Cependant, ces composés sont présents dans des concentrations et proportions différentes, P. tomentosa, il y avait une plus forte teneur en glycosides de quercétine (Heneidak et al., 2006).

~ 210 ~

Résultats et Discussion

Les triterpènes ont été isolés à partir de Pergularia tomentosa L. récolté de la région de Ghardaïa en avril 2008. Il s’agit de l'acide oléique, α-amyrine, le 3-acétyl taraxastérol, pergularine A, pergularine B. (Babaamer et al., 2012). Le β-sitostérol glucoside a été également signalé (Gohar et al., 2000).

L’étude phytochimique de Capparis spinosa de la région de Mila, a permis d’identifier un produit flavonoïque chez les feuilles : la rutine qui est le principal constituant chimique des huiles essentielles chez l’espèce ainsi que 13 autres produits (Seridi et al., 2004 ; Aouadi et Amraoui,2004 ; Farouki et Nemamcha ,2004).

Toutes les parties de la plante sont toxiques et renferment ces alcaloïdes tropaniques (Friedman et Levin, 1989; Miraldi et al., 2001; Berkov et al., 2006; Chollet et al., 2010).

De nombreux composés ont été identifiés en Capparis spinosa, y compris flavonoïdes (Sharaf et El-Ansari, 2000), alcaloïdes (Çalış et al., 1999) , terpénoïdes (Çalış et al., 2002) huiles volatiles et acides gras (Yang et al., 2008) .

Cette étude a été effectuée pour la première fois afin de prospecter les différents métabolites secondaires existants chez ces deux plantes caractérisant le Sud Ouest Algérien. Dans des études antérieures, les flavonoïdes jouent un rôle important dans la coloration des végétaux (Ribéreau-Gayon et Peynaud, 1968). Ils sont utilisés dans la chimiotaxonomie végétale (Hassani, 1985). Ils jouent le rôle des marqueurs de la maturation des fruits (Macheix et Fleuriet, 1993).

Les polyphénols ont aussi le rôle de la protection contre les agressions biotiques et abiotiques, de l’activité antifongique (Kanwal et al., 2010). La présence des alcaloïdes peut expliquer des activités biologiques diverses (Milcent et Chau ,2003). Quant aux terpènes, ils servent comme des additifs dans les industries alimentaires et cosmétiques (Tsao et Coats, 1995) et plusieurs d’entre eux possèdent des activités biologiques: antimicrobienne, insecticide, (Murakami, 2004).

~ 211 ~

Résultats et Discussion

L’étude phytochimique de l’ensemble des parties de la fleur (bourgeons à fleurs, fleurs et des fruits immatures) du Capparis spinosa L. de Biskra montre la présence des flavonoïdes et des alcaloïdes et l’absence de tanins.

Des études faites sur Capparis decidua d’Egypte montrent qu’elle a l'activité la plus importante (Rathee et al., 2010). En outre, des études étrangères de parasitologie (Schlein et Jacobson, 1994; Schlein et al., 2001; Dinesch et al., 2014), conduites pour le contrôle de la leishmaniose (maladie chronique due à des leishmanies, protozoaires parasites, provoquée par la piqûre des phlébotomes, fréquents en Afrique du nord), ont pu examiner les potentialités d’utilisation des extraits de rameaux de Capparis spinosa L. pour la fabrication de biopesticides comme alternative aux insecticides chimiques synthétiques (dichlorodiphényl-trichloroéthane-D.D.T.). Les essais biologiques soulignent un effet répulsif sur les phlébotomes femelles (plus de 50% de mortalité). Ces études mènent à des méthodes sûres, faciles et favorables à l’environnement pour empêcher la contamination.

Plusieurs études phytochimiques ont montré que Capparis spinosa comporte une amalgame de composés actifs dans ses diverses parties. Les polyphénols et les flavonoïdes sont également présent dans le câprier (Panicoa et al, 2005 ; Satyanarayana et al., 2008). Il a été montré que les bourgeons floraux du câprier renferment des flavonoïdes (Inocencio et al., 2000, Bonina et al., 2002). La partie aérienne de la plante contient aussi la quercétine (Satyanarayana et al., 2008).

Le câprier est également riche en acides hydroxycinnamiques y compris l’acide caféique, l’acide férulique, acide p-coumarique et l’acide cinnamique (Panicoa et al, 2005 ; Satyanarayana et al., 2008).

Les alcaloïdes sont aussi présents dans le câprier, ils sont distribués principalement dans les racines et les graines (Panicoa et al, 2005 ; Satyanarayana et al., 2008). La teneur élevée en alcaloïdes a été trouvée dans les racines de la plante où la stachydrine représente 87,43 % des alcaloïdes totaux.

~ 212 ~

Résultats et Discussion

Les alcaloïdes spermidines (la capparispine, la capparispine) ont été identifiés dans les racines de la plante (Fu et al., 2008). La cadadicine, un nouvel alcaloïde a été isolé du câprier (Satyanarayana et al., 2008).

Romeo et ses collaborateurs (2007) ont identifiés environs 145 composés volatiles dans le câprier. Les aldéhydes (22.2%) et les esters (21%) représentent les classes chimiques les plus abondantes dans la plante (Satyanarayana et al., 2008).

Dans les Brassicacées, les alcaloides sont surtout representés par les tropaniques, les imidazoliques et les indoliques; comme le n-hydroxybenzolytropane isolé de Cochlearia arctica (Griffin et al., 2000), la Cochlearine et la tropine isolées de Cochlearia officinalis (Brock et al., 2006). Le Brassicastérol trouvé principalement dans la famille de Brassicaceae est representé par un taux de 10% (Gaignaut et al., 1989).

Les saponines sont très communes dans les plantes médicinales, elles sont peu présentes dans la famille des Brassicaceaes. En effet des études réalisées sur l'espèce Erysimum cheirathoides, ont permis d'isoler quelques saponines (Zhen-Huan et al., 1996; 1998).

Les résultats des tests phytochimiques ont révélé la présence de flavonoïdes cardénolides, quinones libres et terpénoïdes dans tous les organes de l’espèce Pergolaria tomentosa.

Les parties aériennes se sont montrées riches en divers familles de métabolites secondaires, tandis que la partie souterraine semble ne contenir que des traces de ces métabolites et l’absence totale des tanins, des flavonoïdes et des alcaloïdes. Notons que des résultats similaires ont été obtenus sur la même espèce récoltée à Sokoto (Nigeria) selon Hassan et al., (2007).

~ 213 ~

Résultats et Discussion

II.2.Discussion de l’activité : II.2.1/Activité nématicide : II.2.1.1/ In vitro : Ce nématode est un endoparasite migrateur, il conserve sa mobilité et ne possède pas un site d’alimentation fixe dans les tissus de la plante. C’est l’espèce de nématode la plus dommageable et la plus courante sur fève dans de nombreux pays méditerranéens y compris la Syrie, Jordanie, Turquie, France, Tunisie, Algérie, Maroc, Chypre, Italie et Grèce. D’une distribution presque mondiale, il doit être considéré comme un ravageur potentiel dans la région où on cultive la fève (Hooper, 1972 ; Lamberti, 1981 ; Greco et Di Vito, 1987 ; Sellami, 1998; Abbad et Bachikh, 2001 ; Troccoli et Di Vito, 2002 ; Sikora et al., 2005 ).

A l'heure actuelle, plus de 200 espèces de plantes, appartenant à 80 familles différentes, sont étudiées pour leurs propriétés nématicides (publications principalement indiennes, japonaises et brésiliennes) (Cayrol et al., 1992).

Certains travaux sommaires, au Brésil mais surtout en Inde, ont consisté à tester in vitro les extraits aqueux, alcooliques et lipidiques des différents tissus de ces espèces nématicides sur les oeufs et larves de divers Nématodes. Des investigations plus poussées (en Californie et au Japon notamment) ont déjà permis l'isolement et la caractérisation d'un certain nombre de principes actifs (Djian, 2016).

L'analyse des substances produites lors de la décomposition de ces matières organiques dans les sols a permis d'identifier, en dernière phase de décomposition, outre les éléments N, P, K qui stimulent l'activité des parasites ou prédateurs naturels des Nématodes, différents acides gras volatils (AGV) à propriétés nématicides. L'effet nématicide de ces AGV s'ajouterait à celui des molécules contenues dans les tissus des plantes et libérées dans le sol après broyage, macération ou extraction. Les structures chimiques de ces substances nématicides s'étendent très largement à diverses familles de molécules (Djian, 2016) :  polyacétylènes isolés des extraits benzéniques du Carthame Carthamus tinctorus (Asteraceae) ou des extraits méthanoliques de racines d'Erigeron Eriger on phyladelphicus (Asteraceae) et d'Angélique Angelica pubescens (Umbelliferaceae) ; ~ 214 ~

Résultats et Discussion

 acides, esters carboxyliques et acides gras : acide asparagusique extrait des racines, feuilles et tiges d'Asperge,linoléique, palmitique et stéarique dans l'huile d'un Cyperus, Cyperus esculentus (Cyperaceae), et Lawsonia alba (Lythraceae) ;  acides aminés : dans les exsudats racinaires du Sésame et du Gombo Abelmoschus esculentus (Malvaceae), et protéines : lectine isolée de Canavalia ensiformis (Fabaceae) et du Mucuna Stizolobium (Mucuna) deeringiana (Fabaceae), protéine glycosylée dans les extraits aqueux de feuilles de Mouron Anagallis arvensis {Primulaceae) ;  composés aromatiques : saponine extraite du Lierre Hedera hélix (Araliaceae), pyrocatechol dans l'exsudat racinaire d'Eragrostis curvula (Poaceae) ;  hétérocycles à oxygène, azote ou soufre : dérivés du bithienyl et de l'alpha- terthienyl des extraits d'Oeillet d'Inde Tagetes patula, d'Oeillet d'Inde mexicain T. tenuifolia et de Rosé d'Inde T. erecta (Asteraceae), quassinoïdes des Quassias ;  alcaloïdes : écliptine dans les extraits aqueux de l'Eclipta Eclipta alba {Asteraceae), sanguinarine, chélérythrine et bocconine extraits des racines du Macleya Bocconia cordata {Papaveraceaé), dérivés cytisine et anagyrine des racines du Sophora Sophora flavescens {Fabaceae), pyrolizidine, dérivé de l'ornithine, chez la Crotalaire ;  terpénoides : odoracine et odratine, diterpènes extraits des racines de Daphné du Japon Daphne odora {Thymelaceae), nimbine et azadirachtine, triterpènes (limonoïdes) extraits des graines du Lilas des Indes, lactone terpénoique extraite des feuilles et fleurs d'Armoise amère ou Absinthe Artemisia maritima {Asteraceae).

Il a été mis en évidence par Munakata (1979) que la plupart de ces substances naturelles nématicides peuvent avoir une activité systémique (le principe actif est transporté par la sève dans tous les organes de la plante), sont décomposables et non polluantes. Elles peuvent être utilisées comme base pour la synthèse de nouveaux nématicides ou dans la recherche de gènes de résistance aux Nématodes pour la création de nouvelles variétés.

~ 215 ~

Résultats et Discussion

Ne sont actuellement commercialisés que le Tagetes des parfumeurs sous le nom de Nemanon, utilisé en culture intercalaire pour lutter contre Pratylenchus, Tylenchorynchus et Meloidogyne spp. ; Moutarde blanche et Radis (var. Pegletta, Stobolt et Nemex), utilisés comme engrais vert pour lutter contre Heterodera schachti ; des Crotalaires utilisées au Brésil comme engrais vert pour lutter contre Meloidogyne spp. Des études sont en cours sur les modalités d'utilisation des extraits du Lilas des Indes (nimbine et azadirachtine) en enrobage des semences, qui s'avèrent prometteurs pour lutter contre Meloidogyne sp. et d'autres nématodes phytoparasites. H. scoparium est employé en médecine traditionnelle pour traiter les troubles de la vue (Boukef, 1986);on rapporte aussi que l’extrait aqueux de cette plante présente une activité larvicide (Sathiyamoorthy et al., 1999).

Les résultats des travaux D’acheuk Et Doumandji-Mitiche (2013), montrent que les alcaloïdes (extraits de la partie aérienne) ont un effet larvicide considérable avec un taux de mortalité dépendant de la dose. D'autre part, ils sont également décrits comme antifeeding, causant la perte de poids des larves avec une réduction de la teneur en protéines et en glucides. Ces résultats indiquent que P. tomentosa peut être un agent prometteur naturel pour le contrôle des larves de criquets.

De nombreuses pratiques indigènes, en Afrique, en Inde, aux Philippines et en Amérique du Sud les utilisent également sous forme de préparations à base de broyats ou d'extraits qui sont incorporés aux sols cultivés et peuvent servir d'amendements organiques nématicides : racines d'une Euphorbe Euphorbia hirta (Euphorbiaceae), tiges de Vernonia polyanthes (Asteraceae), feuilles de Pervenche de Madagascar, de « Koo-babool » Leucoena leucocephala (Fabaceae), feuilles composées d'un Datura : Datura metel (Solanaceaé), fleurs de Tagetes spp. (Asteraceaë), graines (tourteaux) de Lilas des Indes ou Margousier ou Neem Azadirachta indica (Meliaceae), de Quassia Hannoa undulata et H. klaineana (Simarubaceae).

L'analyse des substances produites lors de la décomposition de ces matières organiques dans les sols a permis d'identifier, en dernière phase de décomposition, outre les éléments N, P, K qui stimulent l'activité des parasites ou prédateurs naturels des Nématodes, différents acides gras volatils (AGV) à propriétés nématicides.

~ 216 ~

Résultats et Discussion

L'effet nématicide de ces AGV s'ajouterait à celui des molécules contenues dans les tissus des plantes et libérées dans le sol après broyage, macération ou extraction.

II.2.1.2/ / In vivo : Dans notre essai, les plantes ont été inoculées deux fois à une concentration de 10 nématodes/pot. Selon Polwright (2002), la concentration des nématodes ne doit pas dépasser 200 nématodes par plante. Selon Mahfoud et al., (1996), l’expérimentation sur un nombre important de plantes, permet d’estimer correctement le niveau de résistance. Nos analyses nématologiques ont porté sur 10 plantes inoculés au départ et ayant survécus jusqu’à la fin du cycle. Les résultats obtenus avec la technique d’incubation végétative de (Taylor, 1968) après le dénombrement des nématodes, en fin de cycle, sont présentés dans le Tableau 30. Notons que le dénombrement a été réalisé après trois mois pour la première inoculation.

La résistance est caractérisée par la capacité du végétal à entraver la multiplication du nématode après pénétration dans la plante. L’estimation de la résistance est corrélée avec la réponse individuelle des plantes, fondées sur la caractérisation des symptômes extériorisées après l’inoculation artificielle des plantes (Castagnone-Serono, 2002).

Ce sont principalement les exsudats racinaires et l’eau qui stimulent l’éclosion des nématodes à kyste en réduisant la perméabilité de l’enveloppe de l’oeuf en permettant au tréhalose de s’infiltrer et de réduire le stress osmotique appliqué sur les J2 leur permettant de se réhydrater et d’éclore (Perry, 1989; Perry et Moens, 2011). D’ailleurs ce seraient les exsudats sécrétés durant le stade R2 (floraison). Les exsudats auraient également un rôle dans l’activation de la locomotion des J2 et leur attraction vers les racines (Duan et al., 2009; Perry, 1989). Selon Zhang et al. (1992) cité dans Duan et al. (2009), les exsudats contiendraient quatre types d’agents chimiques favorisant l’éclosion des oeufs, mais également deux autres ayant pour effet d’attirer les nématodes vers les racines. Ainsi, comme les exsudats racinaires sont principalement composés de flavones, de flavonoïdes et autres substances phénoliques, on croit que celles-ci auraient un pouvoir d’attraction ou d’éclosion (Duan et al., 2009).

~ 217 ~

Résultats et Discussion

La température du sol influence également le taux d’éclosion des J2 (Niblack, 2006). À l’arrivée du printemps, les températures minimales permettant l’éclosion des kystes sont généralement atteintes dans les zones de croissance des plantes cultuvées.

À titre d’exemple, les recherches menées par Yen et al. (1995) ont démontré que les taux d’éclosion étaient plus élevés durant les mois de juillet et d’août, alors que celles menées par Hill et Schmitt (1989) ont démontré qu’ils l’étaient durant les mois d’août et de septembre. Lorsqu’observés en incubateur, Alston et Schmitt (1988) ont découvert que la température optimale stimulant l’éclosion était de 24 °C.

En somme, à l’atteinte de certaines conditions environnementales ou en la présence de substances déclenchant l’éclosion, les J2 pourront émerger et pénétrer une racine afin d’y compléter leur cycle de vie.

Toutefois, une fois éclos, les J2 deviennent alors vulnérables à l’environnement et aux prédateurs et doivent rapidement localiser leur hôte afin d’y créer leur syncytium. D’ailleurs, deux types de déplacements faciliteraient la détection des points d’entrées à l’intérieur de la racine : la chimiotaxie et l’électrotaxie.

En outre, Slack et al. (1972), ont démontré que le nématode à kyste sédentaire pouvait survivre à différentes conditions d’humidité et de températures et cela permettrait son transport sur de longues distances dans l’eau, même sous forme de larve. En 1972, Slack et al. ont démontré que les J2 sous forme libre pouvaient survivre et conservaient leur potentiel infectieux au-delà de 630 jours dans l’eau entre 0 et 12 °C; 530j à 16 °C; 310j à 20 °C; 120j à 24 °C; 60j à 28 °C; 44j à 32 °C; 15j à 36 °C; 2j à 40 °C. D’ailleurs, en condition d’humidité extrême les nématodes à kyste sédentaires survivraient plus longtemps dans les sols que dans l’eau : J2 survit de 7 à 19 mois en sol inondé, de 29 à 38 mois en sol desséché et plus de 90 mois dans un sol ayant la capacité au champ; enkysté.

La survie est de 8 ans (-4 °C) à près de 2 ans (32 °C) en sol humide et de 7 ans (4 °C) à un an (36 °C) en sol sec (Slack et al, 1972). La survie en sol sec serait due à l’absence d’eau qui limiterait le taux d’éclosion et à l’entrée en anhydrobiose (Koenning et Baker, 1995; Van Gundy, 1965; Watanabe, 2006). À l’opposé, la survie en sol inondé serait due à l’absence d’oxygène limitant le taux d’éclosion et à l’entrée en anoxybiose (Slack et al., 1972).

~ 218 ~

Résultats et Discussion

À ce propos, on sait que le NKS peut être transporté sur de longues distances par les eaux de ruissellement, d’irrigation et de surface notamment parce qu’on a associé sa présence à des épisodes d’inondations (Faulkner et Bolander, 1970; Tonneson, 2007).

Également, au Nigeria, ils ont récupéré des kystes, incluant des juvéniles viables d’H. sacchari, ayant été emportés par les flots à 8 km de leur source (Lehman, 1994) et au Sahel, chaque année les eaux de ruissellement causent l’infestation de champs par 16 genres et espèces de phytonématodes (Cadet et Albergel, 1999).

La durée de chacun de ces stades et du cycle biologique complet diffère selon les espèces et dépend de facteurs comme la température, la teneur en eau et la plante hôte. En conditions favorables sous les tropiques, de nombreuses espèces ont des cycles de développement très courts avec plusieurs générations par saison.

Cela peut conduire à des développements très rapides de populations à partir de seulement un (auto-fertilisation) ou deux individus.

Par ailleurs, les nématodes peuvent survivre à des conditions défavorables comme la saison sèche ou les hivers froids. Certaines espèces survivent mieux à différents stades, par exemple les espèces du genre Heterodera survivent mieux sous formes d’oeufs à l’intérieur de kystes, le genre Ditylenchus au quatrième stade juvénile et le genre Anguina au second stade juvénile

Du point de vue biologique, le cycle de vie des nématodes phytoparasites est pratiquement similaire d’une espèce à l’autre : un oeuf, 3 à 4 stades larvaires séparés par des mues et un stade adulte, la différenciation sexuelle s’effectuant après la 4ème mue. La plupart des genres de nématodes sont constamment filiformes au cours de leur développement. Toutefois, les nématodes sédentaires (Meloidogyne, Nacobbus, Heterodera…) présentent des formes renflées. Certains genres (Heterodera, Globodera….) présentent en plus un stade « kyste » correspondant au corps de la femelle chitinisé.

~ 219 ~

Résultats et Discussion

Cette variabilité, tant au niveau du parasitisme des nématodes phytoparasites (endoparasites ou ectoparasites), que des stades de développement recherchés (stades filiformes ou stades sédentaires), implique le recours à des techniques d’extraction variées.

II.2.2.Activité molluscicide :

L'activité molluscicide de deux cardénolides extraite à partir de Pergularia tomentosa, a été évaluée par rapport à l'escargot terrestre Monacha obstructa (Férussac), ces résultats expliquent l’utilisations possibles de cette plante contenant des cardénolides, comme molluscicide (Hussein et al., 1999).

Euphorbia milii et Euphorbia pulcherrima ont une activité molluscicide selon Sermsart et al., 2005 ; Singh et Singh, 2005.

Datura stramonium L. est une plante annuelle appartenant à la famille des solonaceaes. C’est une mauvaise herbe et une plante toxique pour l’homme et les animaux. L’usage abusif par les jeunes comme drogue est la cause principale des intoxications chez l’homme (Djibo et Bouzou, 2000; Cohen et al., 2003; Forrester, 2006; Benghezala et al., 2011), La toxicité du Datura stramonium est attribuée aux alcaloïdes tropaniques (atropine, hyosciamine et scopolamine).

Activité molluscicide de C. spinosa contre Bulinus truncatus et Biomphalaria alexandrina a été étudiée dans la littérature. Les parties aériennes ont été extraites successivement à l'aide l’ether de pétrole, n-hexane, le chlorure de méthylène, l'acétate d'éthyle, méthanol et de l'eau, puis testés contre l'escargot Bulinus truncatus; la concentration létale la plus élevée qui a tué 50% des mollusques a été déterminé pour le n- hexane extrait (62,94 mg / L) (Hmamouchi et al.,2000) . En outre, ses poudres sèches ont été puissante contre Biomphalaria alexandrina (Aly et al.,2004 ; Mantawy et al., 2004).

~ 220 ~

Résultats et Discussion

D’autre part, une étude a montré l’intérêt de l’utilisation de l’écorce du grenadier comme molluscicide (Tripathi, 2000). En effet, des extraits d’écorce de grenadier ont permis de détruire une variété de lymnée, Lymnaea acuminata, type d’escargot vecteur d’un parasite, Fasciola hepatica, responsable de la douve du foie chez le mouton. Ainsi, plutôt que de traiter les animaux une fois malade, il semble qu’éradiquer la lymnée vectrice du parasite soit une méthode de choix pour protéger les ovins de la fasciolose.

L’addition de spilanthol à des concentrations différentes dans des boîtes de pétri contenant 5 mollusques (Physa occidentalis ). Trevisson et Coll., ont démontré que le spilanthol a une activité cercaricide avec une DL50 = 50 ppm. Les résultats sont obtenus par l’observation visuelle des boîtes de pétri à des temps différents.

L’expérience montre l’intérêt prophylactique du spilanthol dans la lutte contre les bilharzioses, par son activité molluscicide avec une DL50 = 50 ppm ainsi que par son activité cercaricide. Cependant, des difficultés apparaissent quant à l’application de ces données en raison d’une toxicité élevée sur les poissons d’eau douce (Doumbia, 1997; Bocoum, 2001).

Les différents extraits (éthéré, chloroformique, extrait d’acétate d’éthyle et méthanolique) de Zizyphus lotus se sont avérés très actifs in vitro vis-à-vis des mollusques Balinus truncatus (hôtes intermédiaires et vecteurs de la transmission de la bilharziose) (Lahlou et al ., 2002).

~ 221 ~

CONCLUSION GENERALE

CONCLUSION GENERALE

La connaissance et l’usage des plantes médicinales constituent un vrai patrimoine de l’être humain. Leur importance dans le domaine de la santé publique est très accentuée dans ces dernières années, grâce aux thérapeutiques qu’elles procurent. Cette diversité en propriétés biologiques est liée certainement aux vertus thérapeutiques, qui sont attribuées à une gamme extraordinaire de molécules bioactives synthétisées par la plante, non seulement comme des agents chimiques contre les maladies, mais aussi contre les hôtes des parasites (mollusques d’eau douce) transporteurs des maladies et les nématodes phytoparasites.

L’objectif primordial assigné par cette étude a englobé le même contexte afin d’évaluer les propriétés nématicide et molluscicide des extraits aqueux et organiques de quelques plantes sahariennes étudiées qui poussent dans des conditions biotiques et abiotiques stressantes.

Dans la première partie des résultats, les différentes méthodes d’extraction ont révélé des rendements importants allant de 28.28% (décocté d’Euphorbia guyoniana) jusqu’à 40,61% (macérat de Warionea saharae), et atteints 4% pour la fraction dichlorométhanique de Bubonium graveolens , de ce fait, le criblage phytochimique des plantes et des extraits a dénudé la présence de multiples métabolites secondaires tels que les flavonoides, les coumarines, les stérols, les terpénoides, saponosides et tannins, cette richesse nous a permis d’avoir un large spectre d’activité (nématicide et molluscicide) liées aux phytosubstances bioactives.

Dans la deuxième partie de nos résultats, des taux de mortalités sont considérablement présents pour la plupart des extraits des plantes étudiées, pour les Asteraceae, l’activité nématicide la plus remarquable a été signalé pour les extraits aqueux de Bubonium graveolens et Launaea arborescens à reflux, avec LC50 : 55,136 et 62,934 µg/ml respectivement; de ce fait, la plupart des fractions organiques des Asteraceae étudiées possèdent une activité nématicide vis-à-vis aux Heterodera spp. sur une durée d’exposition réduite (48h).

~ 223 ~

CONCLUSION GENERALE

Le décocté de Haloxylon articulatum après 72h d’exposition aux kystes de Globodera a donné une valeur minimale en LC50 = 16,354 µg/ml et le macérat de la même plante a divulgué une activité importante avec LC50 : 10,379 µg/ml mais après 96h d’exposition aux kystes Globodera spp. Autrement, les extraits aqueux et organiques de Lantana camara (Verbenaceae) ont montré des valeurs en LC50 très inférieurs au contrôle positif (LC50 : 11,6 μg/mL), particulièrement, la fraction dichlorométhane de Lantana camara (LC50 :0,098 μg/mL) après 96h d’exposition.

Ces résultats ont été confirmé In Vivo par les analyses des lots, montrant que tous les lots des graines utilisées pour notre expérimentation sont sains, on a semis à rasions de 10 graines/pot. Le choix des extraits (macérat ou décocté) à tester in vivo s’est basé sur les plus actives testées préalablement in vitro.

L’activité molluscicide des extraits des plantes sahariennes étudiées ont montré une efficacité appréciable contre les mollusques d’eau douce : Bulinus truncatus et Lymnaea acumunata, cela était bien remarquable pour les Asteracées, par exemple pour Warionia saharae vis-à-vis au Lymnaea acumunata nécessite plus de temps d’exposition au dela de 72 heures pour avoir une valeur en LC50= 4,830 µg/ml, alors que la valeur minimale en LC50 : 0,978 µg/ml a été enregistré après 96 heures d’exposition aux extraits (macérat de Bubonium graveolens et le décocté de Launaea arborescens) vis-à-vis Bulinus truncatus, cela peut être expliqué par la meilleure activité molluscicide de ces extraits juste après 24 heures d’exposition.

Les résultats de notre travail ont montrés des effets nématicides et mollucicides des extraits de la plupart des plantes étudiées, en comparant aux produits chimiques commercialisés, ceci est démontré par le taux de mortalité important avec des concentrations minimales.

~ 224 ~

CONCLUSION GENERALE

Notre travail s’inscrit dans une perspective de valorisation et de développement de la recherche sur les plantes sahariennes afin de pouvoir satisfaire au besoin de santé des populations (protections des maladies tels que Bilharziose) et protection des cultures agricoles ; ceci reste une volonté des autorités sanitaires et agricoles de notre pays.

Cet inventaire des extraits des plantes sahariennes, déjà développés ou en cours d'étude, permet d'envisager l'avenir avec optimisme et d'éviter les vues « catastrophistes » selon lesquelles la disparition - par interdiction : - des nématicides chimiques vont conduire à de fortes diminutions des récoltes. - des molluscicides chimiques vont détruire l’irrigation naturelle et provoquent la mortalité d’autres espèces biologiques. Cet ensemble de mesures « douces » pourra seul remplacer l'efficacité brutale et destructrice que procurent les nématicides et molluscicides chimiques. Espérons qu'à une époque où l'environnement semble concerner de plus en plus d'individus, notre modeste « charte » entrera en application.

~ 225 ~

REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES

Références bibliographiques

A Abiola, F.A., T. Alogninouwa, L. El Bahri,M. Ali, Kboret and B. Fayomi, (1993). Experimental study of poisoning of goats with Pergularia tomentosa L. Rev. Elev. Med. Vet. Pays Trop., 46: 591-595.

Aderibigbe .A O., Johnson C. O. L. E., Makkar H. P. S., Becker .K., Foidl .N., (1997). Chemical composition and effect of heat on organic matter and nitrogen degradability and some antinutritional components of Jatropha meal. Anim Feed SciT echnol 67: 223-243.

Adewunmi. C. O. (1991). Plant molluscicides: potential Aridon, tetrapleura, for Schistosomiasis control in Nigeria. The science of the total Environment. Vol.102, pp. 21- 33.

Agrios G.N., (2005). Plant diseases caused by nematodes. In: Plant pathology, 5 Edition. Elsevier. Academi Press, San Diego, California, USA, 922 pp.

Ahmad I., Farrukh A., Mohammad O. (2006). Modern Phytomedicine: Turning medicinal plants into drugs. Wiley-VCH. York. 136pp.

Akhtar, H., Farzana, B., (1996). Evaluation of nematicidal properties of some members of the family Solanaceae. Bioresour. Technol. 57, 95–97.

Al-Daihan .S., Al-Faham .M., Al-shawi .N., Almayman .R., Brnawi .A., Zargar .S., Shafi .B. R., (2013).Antibacterial activity and phytochemical screening of some medicinal plants commonly used in Saudi Arabia against selected pathogenic microorganisms. Journal of King Saud University – Science 25, 115–120.

Ali .D., Husain .S.M.S., Malik A. and Ahmed .Z. (2003). Phytochemical Studies on the species of genus Launaea, J. Chem. Soc. Pak. Vol. 25, No. 4, 341-347.

Ali S. I., et M. Qaiser (2002). “Flora of Pakistan”, No. 207, Department of Botany, University of Karachi and Missouri, Botanical Press, Missouri, St Louis. USA. 217pp.

Alston, D. G.& Schmitt, D.P.(1988). Development of Helerodera gLycines life Stages as inf1uenced by remperature. J.NematoL., 20:366-372.

Aly SA, Aly HF, Saba-el-Rigal N, (2004). Sammour EM. Induced changes in biochemical parameters of the molluscan tissues non-infected using two potent plants molluscicides. J Egyp Soc Parasitol.; 34(2): 527-42.

~ 227 ~

Références bibliographiques

Amezouar .F., Badri .W., Hsaine .M., Aksim .M., Bourhim .N., Fougrach .H. (2012). Subacute Toxicity, Anti-Inflammatory And Antioxidant Activities Of Ethanolic Extract Of Moroccan Warionia Saharae From Tata Region; International J. of Pharmacy and Pharmaceutical Sciences; 4(5): 0975-1491.

Ammar, D. Fatma, B. (2012); Phytochemical Study of the Plant Launaea Arborescens, International Conference on Chemical, Environmental and Biological Sciences. Penang, Malaysia.. p51-54.

Anderberg A. (1982). The genus Anvillea (Compositae). Nordic Journal of Botany 2: 297–305.

Aouadi, F. et L. Amraoui (2004). Extraction des huiles essentielles d’une plante aromatique: Capparis spinosa L. (Famille des capparidacées). Mémoire de fin d’Etudes Supérieures. Biologie et Physiologie végétale.Université Badji Mokhtar -Annaba. 40 p.

APG. (1998). An ordinal classification for the families of flow-ering plants.Annals of the Missouri Botanical Garden 85:531–553.

APG II. (2003).An update of the Angiosperm Phylogeny Group classification for the orders and families of flowering plants:APG II.Botanical Journal of the Linnean Society.141:399–436.

Arbonnier (2002). Arbres, Arbustes et lianes des zones sèches d’Afrique de l’ouest, CIRAD, 2ème édition, 160-165.

Arkoub-Abrous F., (1997). Etude de l’helminthosporiose de l’orge (Hordeum vulgar L.) Causée par Drechlera teres (Sacc.) Schoem En Algérie. Thèse de Magistère. Biol., UMMTO, Tizi-Ouzou, p 82.

Azizi A, Lamqaddam M, Jad M, (1990).Guide pour les activités d’hygiène du milieu en zones rurales, Fonds des nations unies pour l’enfance UNICEF- Rabat. Usage des agents de santé polyvalents ed., 45pp.

B

Babaamer .Z., Sekhri L., Al-Jaber H., Al-Qudah M., and Abu Zarga .M., (2012). Extraction and identification of triterpenoids from Pergularia Tomentosa L. Annales des Sciences et Technologie Vol. 5, N° 1.

Bahorun, T.(1997). Substances Naturelles actives.La flore Mauricienne . 18. P: 641-649.

~ 228 ~

Références bibliographiques

Baldwin J.G., Mundo-Ocampo M. (1991) Heteroderinae. In : Manual of Agricutural Nematology, Nickle W.R. Ed, p 310.

Baldwin, J.G., Mundo-Ocampo, M. & McClure, M.A. (1997). Cactodera salina n. sp. from the estuary plant, Salicornia bigelovii, in Sonora, Mexico. Journal of Nematology 29, 465-473.

Baloch I. B., Baloch M. K., and Baloch A. K. (2009). Schistosomiasis suppressing deoxyphorbol esters from Euphorbia cauducifolia L. latex. Planta Med. J. Med. Chem 76, 809 – 814.

Baquar S. R., (1989).Medicinal and Poisonous Plants of Pakistan, Printas Press, Karachi, p. 31.

Barbera, G. (1991).Programme de recherche Agrimed: le Câprier (Capparis spp.). Commission des Communautés Européennes. Série Agriculture. EUR 13614. FR. Office des Publications Officielles. Luxembourg. 62 p.

Barkia H., Barkia A., Nhami H. and Belghiti D., (2011). La schistosomiase au Maroc de sa découverte à l’après élimination. Eastern Mediterranean Health Journal, 17: 3.

Bekkouche K., Markouk M., Larhsini M., Jana M. & Lazrek H.B, (2000), Molluscicidal properties of glycoalkaloids extracts from Moroccan Solanum species. Phytotherapy Research 14, 366-367.

Belaib.L., (2007). Evaluation de l’activité nématicide de quelques plantes contre Ditylenchus dipsaci ( Nematoda : Anguinidae)., Thèse. Agro. Mag. ANA. El harrach.41p.

Belboukhari, N. (2007) .Etude chimique et évaluation biologique des deux plantes médicinales endémiques du sud ouest Algérien : Launeae arborescens et Limoniastrium feei. Thèse de Doctorat ; Université de Djillali Liabes, Sidi Bel Abbes ; P 74-75.

Belkacemi M. and Belkacem J.M., (2006). Curage et traitement molluscicide pour la lutte contre la schistosomiase. Eastern Mediterranean Health Journal, 12: 129.

Bellakhdar, J., Baayaoui, A., Kazdari, A., Marechal, J., (1987). Herboristes et médecine traditionnelle à Tissint, oasis présaharien du Sud Marocain (province de Tata). Al Biruniya.3 (1), 7-50.

Bellakhdar .J., Claisse .R., Fleurentin J. and Younos C., (1991). Repertory of standard herbal drugs in the Moroccan pharmacopoea. Journal of Ethnopharmacology 35, pp. 123– 143.

~ 229 ~

Références bibliographiques

Bellakhdar J, (1997). La pharmacopée marrocaine traditionnelle medecine arabe ancienne et savoir populaire. Paris- Rabat, Ibis Press .Eds Le Fennec, 764p.

Ben Ghezala H., Kouraichi N., Brahmi N., El Ghord H., Thabet H. et Amamou, M., (2011), "Intoxication aiguë par les plantesʺ, Journal européen des urgences, 21, 266.

Ben Salah H., Jarraya R., Martin M-T., Veitch N. C., Grayer R. J., Simmonds M. S. J et Damak M., (2002).Flavonol Triglycosides from the Leaves of Hammada scoparia (Pomel) Iljin.Chemical and Pharmaceutical Bulletin,50 (9), 1268.

Benabid A, (1994).Biogéographie phytosociologie et phytodynamique des cédraies de l'Atlas Cedrus atlantica (Manetti). In : Le cèdre de l'Atlas. Actes du séminaire international sur le cèdre de l'Atlas. Ifrane (Maroc), 7 –11 Juin 1993. Annales de la recherche forestière au Maroc 27 (special). Pp : 61-76.

Benabid A., (2000). Flore et écosystème du Maroc, évaluation et présentation de la biodiversité. Ibis Press, Paris. 359 p.

Benayache S., Benayache F., Benyahia. S., Chalchat J.C., Garry .R.P., (2001). Leaf oils of some Eucalyptus species growing in Algeria. J Essent Oil Res;13: 210-3.

Benkiki N. (2006). Etude phytochimique des plantes médicinales algériennes : Ruta montana, Matricaria pubescens et Hypericum perfoliatum. Thèse de Doctorat d’état, Université El-Hadj Lakhdar Batna (Algérie) 198 pp.

Bentamène A., Creche J., Petit G., Bermejo-Barrera J., Benayache S.and Benayache F. (2005). A new guaianolide and other sesquiterpene lactones from Centaurea acaulis L. (Compositae), Biochem. Syst.Ecol. 33, 1061-1065.

Benyahia S, Benayache S, Benayache F, León F, Quintana J, López M, Hernández JC, Estévez F, Bermejo J. (2005). Cladocalol, a pentacyclic 28-nor-triterpene from Eucalyptus cladocalyx with cytotoxic activity. Phytochemistry. Vol 66, 627.

Berghioua A., Cheriti A. Belboukhari A. & Marouf A. (2009). Apercu ethnopharmacologique et chimique des Brassicaceae. Annales de l’Université de Bechar. N°5.

Berghioua A. & Cheriti A. (2011). Ethnopharmacologie et screening phytochimique de deux Brassicaceae du Sud Ouest Algérien. Phytochemistry and bioactives Substances conference, Bechar (Algeria).

Berkov S., Zayed R. & Doncheva T., (2006),"Alkaloid patterns in some varieties of Datura stramoniumʺ, Fitoterapia, 77, 179-182.

~ 230 ~

Références bibliographiques

Berrie. A. D. (1965).On the life cycle of Limnaea stagnalis (l.) in the west of scotland. Proc. malac. Soc. lond., 36 :283–295.

Bert W, Karssen G, Helder J (2011). Phylogeny and Evolution of Nematodes. In: Jones J, Gheysen G, Fenoll C (eds); Genomics and Molecular Genetics of Plant-Nematode Interactions. Springer Netherlands, pp 45-59.

Bhandari, M.M. (1988). Life support systems for heat tolerance. In Life support plant species. (National Bureau of Plant Genetic Resources, eds) pp. 60-5. New Delhi: National Bureau of Plant Genetic Resources publications.

Bitar G., Dupuy De La Grandrive R. Et Foulquie M., (2003). Deuxième mission relative au développement d’aires marines protégées sur les côtes Syriennes, du 1er au 18 Août 2003, Rapport de Mission, , UNEP, 41 p.

Blanchard.A., (2006). Identification polymorphisme et évolution moléculaire de gènes du pouvoir pathogène chez le nématode a kyste de la pomme de terre Globodera pallida., Thèse Doc Biologie., Université de Rennes 186p.

Blanchard A., Fouville D., Esquibet M., Mugniery D., Grenier E., (2007). Sequence polymorphism of 2 pioneer genes expressed in phytoparasitic nematodes showing different host ranges. J Hered 98:611-619.

Blaxter. M., (1998). Caenorhabditis elegans is a Nematode. Science., Vol N° 282.,pp. 2041-2046.

Blaxter, M.L., De Ley, P., Garey, J., Liu, L.X., Scheldeman, P., Vierstraete, A., Vanfleteren, J.,Mackey, L.Y., Dorris, M., Frisse, L.M., Vida, J.T. & Thomas, W.K. (1998). A molecular evolutionary framework for the phylum Nematoda. Nature 392: 71- 75.

Blumenthal T, Davis RE. (2004). Exploring nematode diversity. Nature Genet. 36:1246- 1247.

Bonnet J.C., Aupinel P. & Vrillon J.L., (1990). L’escargot Helix aspersa, biologie, élevage. Collection du Labo au terrain, Ed INRA, 124 p.

Bonnier, (1934). Flore complète de France, Suisse et Belgique. Edition 10, P 118.

Boros, B., Jakabova, S., Dornyei, A., Horvath, G., Pluhare, Z., Kilar, F., Felingera, A. (2010). Determination of polyphenolic compounds by liquid chromatography–mass spectrometry in Thymus species. Journal of Chromatography A, 1217: 7972–7980.

~ 231 ~

Références bibliographiques

Bouhadjera .K., (2005). Contribution à l’étude chimique et biologique de deux plantes médecinales sahariennes Oudneya africana R.Br. et Aristida pungens L". thèse de Doctorat, Université Abou Bekr Belkaid Faculté Des Sciences .Département de Chimie,p 44.

Boulet, C., Bouhache, M., Wahbi, M., Taleb, A., (1991). Les mauvaises herbes de Souss. Ed.,Actes Edition, Institut Agronomique et Vétérinaire Hassan II, Rabat. 295 p.

Bourmita Y., Belboukhari N., Cheriti A. , Ould El Hadj M.D. , (2013). Recherche preliminaire des sources végétales sahariennes à alcaloides pour usage bio-insecticides. Algerian journal of arid environment vol. 3, n° 1: 98-102.

Bouzidi A., Mahdeb N., Allouche L. & Houcher B., (2002),"Etudes épidémiologiques sur les plantes toxiques dans les régions de Sétif et Bordj Bou Arreridj. Algérie, ʺBulletin d’information Toxicologique, 18, 5-10.

Bravo L. (1998). Polyphenols: Chemistry, dietary sources, metabolism, and nutritional significance. Nutr Rev. 56:317-33.

Brock, A., Herzfeld, T., Paschke, T., Koch, M. and Draeger, B. (2006). Brassicaceae contain nortropane alkaloids. Phytochemistry, 67, 2050–2057.

Brou K. G., Mamyrbekova-Békro J. A., Dogbo D. O., Gogbeu S. J. & Békro Y. A. (2010). On the Qualitative Phytochemical Composition of Crude Hydromethanolic extracts of the Leaves of 6 Varieties of Manihot Esculenta Crantz of Côte d’Ivoire. European Journal of Scientific Research 45 (2): 200-211.

Brown. K. , (1979).The adaptive demography of four freshwater pulmonate snails. Evolution, 33 :417–432.

Brown D.S., (1994). Snails of Africa and their medical importance. The 2nd Edition Taylor and Francis London.

Bruna A. S., Lidiane C. D. S., Evelyn D. Chicarinoand E. C.A. (2013). Preliminary phytochemical screening and molluscicidal activity of the aqueous extract of Bidens pilosa Linné (Asteraceae) in Subulina octona (Mollusca, Subulinidade). Annals of the Brazilian Academy of Sciences). Anais da Academia Brasileira de Ciências 85(4):1557-1566.

Bruneton, J. (1996). Plantes toxiques : Végétaux dangereux pour l’homme et les animaux. Ed.Technique et Documentation Lavoisie. Paris.529 p.

Bruneton .J., (1999); pharmacognosie – phytochimie – plantes médicinal. Technique et documentation, Lavoisier 3émé édition. Paris. pp: 310-494.

~ 232 ~

Références bibliographiques

Bruneton J., (2001). Plantes toxiques. Végétaux dangereux pour l’homme et les animaux .2éme Édition Tec et Doc (médecines internationales), 544 p.

Bruneton J., (2003). Pharmacognosie, Phytochimie et plantes médicinales. Ed. Tec et Doc, 3eme éd., France, 191 p.

Bruneton, J., (2009).Pharmacognosie- phytochimie, plantes médicinales. Ed. Tec et Doc, 4eme éd., France, 213 p.

C

Cadart, J., (1975). Les Escargots (Helix pomatia L. et Helix aspersa M.). Biologie, élevage, parcage, histoire, gastronomie et commerce. Paris, éditions Lechevalier SARL, (2e édition). Tome XXIV. Préface de Gilbert Ranson. 435 pp.

Cadet P., (1998). Gestion écologique des nématodes phytoparasites tropicaux. Cahiers Agriculture, volume 7. Numéro 3. Page 187-194.

Cadet, P. et Albergel, J. (1999). Passive transport of phytoparasitic nematodes by runoff water in the Sudano-Sahelian climatic area. J. Hydrology 214, 91-102.

Çalış I, Kuruüzüm-Uz A, Rüedi P. (1999). 1H-Indole-3-acetonitrile glycosides from Capparis spinosa fruits. Phytochemistry; 50(7): 1205-8.

Çalış I, Kuruüzüm-Uz A, Lorenzetto PA, Rüedi P. (2002). (6S)-Hydroxy-3-oxo-α-ionol Glucosides from Capparis spinosa fruits. Phytochemistry; 59(4): 451-7.

Campa C., Diouf D., Ndoye I., Dreyfus B., (2000) .Differences in nitrogen metabolism of Faidherbia albida and other N2-fixing tropical woody acacias reflect habitat water avail ability. Rev.Research New Phytol, (147):571-578.

Cantanhede S. (2010). Atividade moluscicida de plantas: uma alternativa profilática. Rev Bras Farm 20(2): 282-288.

Cantino P. D.,Harley R. M., Wagstaff S. J.. (1992). Genera of Labiatae: status and classification. In Harley R. [ed.], Advances in Labiate science, Royal Botanic Gardens, Richmond, UK. 511–522.

Caporalino-Djian. C., Védie H., Arrufat A., (2009). Nématodes à galles, l’atout des plantes-pièges. PHYTOMA La Défense des Végétaux., Vol .4. N° 624-625., pp21-25.

~ 233 ~

Références bibliographiques

Caromel.B., (2004) .Cartographie génétique et étude de QTL conférant la résistance au nématode à kyste Globodera pallida (Stone) chez la pomme de terre (Solanum tuberosum ssp. tuberosum L.). Thèse., Génétique., Doc . PARIS XI ORSAY.,pp.174,

Caryol J.C., Djian-Caprolino C., Panchaud-Mattei E., Frankowski J. & Pijarowski L., (1992). La lutte biologique contre les nématodes phytoparasites, possibilités actuelles et perspectives. Bult. Inf. Zool. 7, pp. 7.

Castagnone –Sereno.,P.,(2002)., Genitic variability of nematodes ., threat to the durability of plant resistant genes? Euphytica Vol 124., pp 193-199.

Cauble.G., Esquibet.M., (1995). Les nématodes des tiges en culture de légumineuses. Phytoma la défense des végétaux. N°476 Octobre., pp.25-30.

Cayrol J.C, Velasquez-Dominguez M. , Levaux P., (1981). Etude préliminaire sur les possibilités d'utilisation des Champignons parasites comme agents de lutte biologique. Bull. OEPP, 12(4), 497-503.

Cayrol J.C, Frankowski J.P., (1986). Influence of the number of parasitizing conidia of Hirsutella rhossiliensis on the mortality of Ditylenchus dipsaci. Revue Nematol., 9, 411- 412.

Cayrol J.C, Djian C , Puarowskil., (1989). Study of the nematocidal properties of the culture filtrate of the nematophagous fungus Paecilomyces lilacinus. Rev. Nematol. 12 (4), 331-336.

Cayrol J.C, Djian C , (1990). Etude de la toxicité de Fusariwn roseum var. arthrosporioides pour le Nématode Meloidogyne arenaria. C.R. Acad. Agri.

Cayrol J.C., (1991). Propriétés nématicides d’endomycorhizes à vésicules et arbuscules. PHM, Rev. Hort., 321, 33-42.

Cayrol J.-C., Djian-Caporalino Caroline, Panchaud-Mattei Elisabeth (1992). La lutte biologique contre les Nématodes phytoparasites. Laboratoire de Biologie des Invertébrés INRA, BP 2078, 06606 Antibes. Courrier de l a Cellule Environnement de l'INRA ° 17 .

Chaabi, M., Freund-Michel, V., Frossard, N., Randriantsoa, A., Andriantsitohaina, R., Lobstein, A., (2007). Anti-proliferative effect of Euphorbia stenoclada in human airway smooth muscle cells in culture. J. Ethnopharmacology, 109 (1). P: 134-139.

~ 234 ~

Références bibliographiques

Chami .W., Yahyaoui Z., (2012). Etude comparative de l’activité antifongique de la pulpe et de l’écorce de la coloquinte de trois régions de Sud-Ouest Algérien (Béchar-Adrar- Tindouf".

Charles H et king MD. (2009). Toward elimination of schistosomiasis. The New England Journal of Medicine, 360: 106-109.

Chauvin L., Caromel B., Kerlan M-C., Rulliat E., Fournet S., Grenier E., Ellissèche D., Mugniéry D., (2008). La lutte contre les nématodes à kyste de la pomme de terre Globodera rostochiensis et G.pallida. Cahiers Agricultures 14, 368-374.

Chavanne M., Jullien A.et Odermato G.J. (1991).Chimie organique expérimentale, Ed. Belin. 712p.

Chebli. B., (2003). Etude chimique et antifongique des plantes médicinales marocaines et valorisation des plantes endémiques de la région du Soussi. Thèse de Doctorat National de l’Université Med V-Soussi, Faculté de médecine et de pharmacie. 187 p.

Chehma A., (2005). Etude floristique et nutritive des parcours camelins du Sahara septentrional Algérien : cas de la région d’Ouargla et Ghardaïa, Thèse de Doctorat Univ. Annaba, 178 p.

Cheieb, M., Boukhris, M., (1998). Flore succinite et illustré des zones arides et sahariennes de la Tunisie. L’or du temps, Tunis. p. 170.

Cheriti A. et Sekkoum K., (1995). Phytochemical investigation of Thymeleae Microphylla growing in Algeria. Acta Chim. Slov., 42: 373-374.

Cheriti A., Rouissat A., Sekkoum K. & Balansard G. (1995). « Plantes de la Pharmacopée traditionnelle dans la région d’El Bayadh (Algérie)» Fitoterapia, 525 - 538.

Cheriti A., (2000). Plantes médicinales de la région de Bechar, Sud-Ouest Algérien, Rapport CRSTRA, Algerie : 1-12.

Cheriti A., Belboukhari N. et Hacini S., (2004). Ethnopharmacological Survey and Phytochemical Screening of Some Medicinal Plants of Algerian Sahara. Iranian Journal of Pharmaceutical Research, 3 : 51-60.

Cherng J.M. Q., Wen Chiang A, Lien-Chai Chiang B. (2007).Immunomodulatory activities of common vegetables and spices of Umbelliferae and its related coumarins and flavonoids. Food Chemistry;106 (3):944-950.

Chevalier, A., (1924)."Sur la production de la gomme arabique en Afrique-Occidentale Française ",Rev. Bot. appl., ,4 :256-2.

~ 235 ~

Références bibliographiques

Chhabra, S.C. and Mahunnah, R.L.A., (1994).Plants used in traditionel medecine by hayas of the kagera region, Tanzania .J.Economic Botany, 84 (2), p: 121-129.

Chitwood, D.J., (2002). Phytochemical based strategies for nematode control. Annu. Rev.Phytopathol. 40, 221–249.

Chollet S, Papet Y, Mura P. & Brunet B., (2010), "Détermination des teneurs en atropine et scopolamine de différentes espèces sauvages et ornementales du genre Daturaʺ, Annales De Toxicologie Analytique, 22, 173-179.

Chopra RN. (1958). Indigenous Drugs of India. 2nd Edition. Calcutta, India: U.N. Dhur and Sons. p 341.

Chowdhury, J. U., Nandi, N. C and Bhuiyan, N. I. (2007). Chemical composition of leaf essential oil of Lantana camara L. from Bangladesh. Bangladesh Journal of Botany, 36 (2), 193-194.

Clarke, A.H. (1981). French translation by A. La Rocque. Les Mollusques d’eau douce du Canada. Musée national des sciences naturelles, Musées nationaux du Canada. 447 pp.

Clarke, A.H., (2010). Guide d’identification des principaux macroinvertébrés benthiques d’eau douce du Québec, – Surveillance volontaire des cours d’eau peu profonds, Direction du suivi de l’état de l’environnement, ministère du Développement durable, de l’Environnement et des Parcs, 82 p.

Coeurdassier M., Vaufleury A., Scheifler R., Morhain E., and Badot. P. M. (2004). Effects of cadmium on the survival of three life-stages of the freshwater pulmonate Lymnaea stagnalis (mollusca : Gastropoda). Bull Environ Contam Toxicol, 72 :1083–1090. Cohen S., Berny C., Meyran S., Mialon A., & Manchon M., (2003). " Intoxication volontaire par une tisane de feuilles de Daturaʺ, Annales De Toxicologie Analytique, 15, 287-291.

Collenette S., (1985). An illustrated guide to the flowers of Saudi Arabia, Flora publication No. 1, Scorpion Publishing Ltd, Buckhurst hill, Essex, p. 162.

Conners, D. E. and Ringwood, A. H. (2000). Effects of Glutathione depletion on copper cytotoxicity in oysters (Crassostrea virginica). Aquat. Toxicol. 50, 341-349.

Corthout J, Pieters L, Claeys M, Geerts ST, Vanden Berghe D, Vlietinck A (1994). Antibacterial and molluscicidal phenolic acids from Spondias mombin. Planta Med 60: 460–463.

~ 236 ~

Références bibliographiques

Coutellec M.A. et Lagadic L., (2006). Effects of self-fertilization, environmental stress and exposure to xenobiotics on fitness-related traits of the freshwater snail Lymnaea stagnalis. Ecotoxicology, 15 :199–213.

Cowan MM. (1999). Plant products as antimicrobial agents. Clinical microbiology reviews; 12(4): 564-582. damage to plants. Brevet Agric Genetics Co. n° WO9101642.

Coyne D.L., Nicol J.M. et Claudius-Cole B. (2010). Les nématodes des plantes: Un guide pratique des techniques de terrain et de laboratoire. Books and monographs. Cotonou (Benin). CIMMYT.82 pags.

Crêté P., (1965); Précis de botanique. Vol II: systématique des angiospermes. Masson, Paris,430 P.

Cronquist A. (1981). An integrated system of classification of flowering plants. Columbia University Press, New York, USA.

Crozier, A., Yokota, T., Jaganath, I.B., Marks, S., Saltmarsh, M., Clifford, M.N. (2006). Secondary metabolites as dietary components in plant-based foods and beverages, in “Plant Secondary Metabolites: Occurrence, Structure and Role in the Human Diet”, (A. Crozier, M.N. Clifford, H. Ashihara, eds.), Blackwell Publishing, Oxford, pp. 208–302 (HN).

D

Dai H., C. Andary, L. Mondolot-Cosson & D. Boubals, (1995). Histochemical responses of leaves of in vitro plant tell of Vitis ssp. to infection with Plasmopara viticola. Phytopathology, 85, 149-154.

Das K, Tiwari RKS, Shrivastava DK. (2010). Techniques for evaluation of medicinal plant products as antimicrobial agent: Current methods and future trends. Journal of Medicinal Plants Research; 4(2): 104-111.

Dave O. B. (2003). L'isolation, la caractérisation et l'évaluation des métabolites secondaires dérivés de plantes pour utilisation dans le domaine de la santé humaine. Programme national de bio- produit et de bio- processus agriculture et agroalimentaire- Bulletin IBP, n° 1. Canada.

Davis, E.L., Hussey, R.S., Baum, T.J., Bakker, J., Schots, A., Rosso, M.N., and Abad. P. (2000). Nematode parasitism genes. Annu. Rev. Phytopathol. 38:341-372.

~ 237 ~

Références bibliographiques

Day MD, Wiley CJ, Playford J, Zalucki MP. (2003). Lantana: Current Management, Status and Future Prospects. Australian Centre for International Agricultural Research, 5: 1-20.

De Barros, L., Correia, D.M., Ferreira, I.C.F.R., Baptista, P., Buelga, C.S., (2008). Optimization of the determination of tocopherols in Agaricus sp. Edible mushrooms by a normal phase liquid chromatographic method. Food Chem. 110, 1046–1050.

De Wildeman .E.(1949). A propos de médicaments antilépreux d'origine végétale. Tome XV, Faso. 1. Nat.Sc. Collection. Publications de l'Institut Royal Colonial Belgre. (IRCB).109p.

Debray, F. and Maupas, E. (1896). Tylenchus devastatrix (Kühn) et la maladie vermiculaire des fèves en Algérie. Algérie agricole, pages : 1–53.

Dekker M., (2002). Coumarins: analysis by TLC. Encyclopedia of chromatography: pp.1- 3.

Delanoue P., (1953). L’anguillulose des céréales. Moyens susceptibles d’en limiter les dégâts en Tunisie. Tunisie Agricole, 23 févr.

DeLey, P. & Blaxter, M.L. (2001). Systematic position and phylogeny. in The Biology of Nematodes, Lee, D., Editor, Harwood Academic Publishers.

Della Santa, E. (1995). Une espèce rare du genre Camponotus: C. foreli Em., (Hymenoptera - Formicidae). Bull. Romand Entomol. 13: 133-135.

Devidts, J. (1979). Contribution à l'inventaire des Mollusques d'Alsace. Bulletin de la Société d'Histoire naturelle de Colmar, 56 : 113-135. Dinesh, D.-S, Kumari, S., Kumar V. et Das P. (2014). The potentiality of botanicals and their products as an alternative to chemical insecticides to sandflies (Diptera: Psychodidae):A review. ICMR, Agamkuan, Patna, India. Journal Vector Borne Dis 51(1), March 2014,pp. 1–7.

Djebaili S., (1978). Recherches phytosociologiques et écologiques sur la végétation des hautes plaines steppiques et de l'Atlas Saharien algérien. Thèse Doct., Univ. Sc. Tech. Languedoc, Montpellier, 229 p.

Djian-Caporalino C, Mateille T, Palloix A, Sage-Palloix AM, Lefèvre A, Fazari A, Marteu N, Tavoillot J, Dufils A, Furnio C, Pares L, Forest I. (2016). A resistant pepper as a trap cover crop in vegetable producing strongly decreases root-knot nematode infestation in soil. Agronomy for Sustainable Development, 36:68.

~ 238 ~

Références bibliographiques

Doaigey .A.R., (1991). Occurrence, type, and location of calcium oxalate crystals in leaves and stems of 16 species of poisonous plants. Am.J Bot 78:1608–1616.

Doat, J., Enel, M. A., (1978). Les tannins dans les bois tropicaux.. Center Technique Forestier Tropical, 182. P: 37-54.

Dobignard, A. et Chatelain, C., (2010-11). Index synonymique et bibliographique de la flore d'Afrique du Nord. Vol. 1, 2, 3, vol. 4 et 5.

Dohou N., Yamni K., Tahrouch S., Idrissi Hassani L. M., Badoc A. & Gmira N. (2003). Screening phytochimique d’une endémique ibéro-marocaine, Thymelaea lythroides. Bull. Soc. Pharm. Bordeaux. 142: 61-78.

Dommergues Y., Duhoux E., Diem H.-G., (1999). Les Arbres Fixateurs D’azote. Ed. Cirad, Espaces, Fao, Ird.502 P.

Dorris, M., De Ley, P. & Blaxter, M.L. (1999). Molecular analysis of nematode diversity and the evolution of parasitism. Parasitol Today 15: 188-93.

Doumbia S. L. (1997). Etudes des plantes réputées antipaludiques au Mali , These de Médecine, Faculté FMPOS. MALI (Bamako) 71p. No 44.

Drar .M., (1954)," Plants of raw material in the deserts of Egypt", Proceedings, Symposium on Scientific Problems of Land Use in Arid Regions, Heliopolis, 70-76. Dreyfuss G et Rondelaud D (2011). Les mollusques dans la transmission, des helminthiases humaines et vétérinaires. Bulletin Académique et Vétérinaire de France. Tome 164 (1).

Duan J, Mu¨ller KM, Charles TC, Vesely S, Glick BR (2009). 1-Aminocyclopropane-1- carboxylate (ACC) deaminase genes in Rhizobia from southern Saskatchewan. Microb Ecol 57:423–436

Duke .J.A., (2000). Handbook of phytochemical constituents of GRAS herbs and other economic plants. Boca Raton, FL: 213-215.

Dunn, CW; Hejnol, A; Matus, DQ; Pang, K; Browne, WE; Smith, SA; Seaver, E; Rouse, GW; et al. (2008). "Broad phylogenomic sampling improves resolution of the animal tree of life". Nature. 452 (7188): 745–749.

Durand R. J. et Leveque C.,( 1980).Les mollusques. Livre flore et faune aquatique de l’Afrique. 358p: pp78-128.

Dupont, F., Guignard, J.L. (2007). Botanique. Systématique moléculaire Masson, Paris, 14ème édition, 286p. ~ 239 ~

Références bibliographiques

Dutt. N. B. (1928). Commercial drugs of India, Calcutta, Thacker Spink & Co., p. 117.

Dutta A et Ghosh S., (1947). Chemical examination of Daemia extensa. I. J Amer Pharm Ass Sci Ed; 36: 250-252.

E

Edenharder R., Grünhage D., (2003). Free radical scavenging abilities of flavonoids as mechanism of protection against mutagenicity induced by tert-butyl hydroperoxide or cumenehydroperoxide in Salmonella typhimuriumTA102. Mutat. Res, 540: 1–18.

Edeoga, H.O., Okwu, D.E., Mbaebie, B.O. (2005). Phytochemical constituents of some Nigerian medicinal plants. African Journal of Biotechnology, 4, 685-688.

Eisenback J.D., (1985). Techniques for preparing nematodes for scanning electron microscopy. Pp. 79-105. In: An Advanced Treatise on Meloidogyne (Barker K.R., Carter C.C. and Sasser J.N., eds) Vol. 2. North Carolina State University Graphics, Raleigh, USA.

Ekoumou C. (2003). Phytochimie et pharmacologie de Maerena crassifolia forsk. (Caparidacée). Thèse de Doctorat en pharmacie, Université de Bamako (Mali), 168 pp.

El Deeb , S. R . (1931)," Hyoscyamus albus var. desertorum : a contribution to the study of some Egyptian medicinal plants and drugs ", Bull. Pharm. Egypte, 3, 29-35.

El-Mousallamy A.M.D, Barakat H.H, Souleman A.M.A, Awadallah S, (1991). Polyphenols of Acacia raddiana, Phytochistry, 30, 3767-3768.

Eloff JN. (1998). Which extractant should be used for the screening and isolation of antimicrobial components from plants. Journal of Ethnopharmacology; 60: 1–8.

Emberger , L (1960),. " Afrique du Nord-Ouest ", Écologie végétale, compte rendu de recherches (Recherches sur la zone aride.). Paris, Unesco, 219-249.

Esmeraldino, L.E., Souza. A. M. and Sampaio. S. V., (2005).Evaluation of the effect of aqueous extract of Croton urucurana Baillon (Euphorbiaceae) on the hemorrhagic activity induced by the venom of Bothrops jararaca, using new techniques to quantify hemorrhagic activity in rat skin. Phytomedicine, 12 (8), P: 570-576.

~ 240 ~

Références bibliographiques

Esquibet . M., Grenier.E., Plantard.O., Andaloussi. F.A., Caubel .G., (2003). DNA polymorphism in the stem nematode Ditylenchus dipsaci: development of diagnostic markers for normal and giant races. Genome., Dec,Vol. 46., N°6.,pp.1077-83.

Evans, K., and A.R. Stone. (1977). "A review of the distribution and biology of the potato cyst-nematodes Globodera rostochiensis and G. pallida." PANS. 23:178-189.

F Fahmy , I. R . (1936)." Egyptian Hyoscyamus muticus L. ", C. R. Congrès intern, méd. trop, et hyg. Le Caire,, 5, 501-538.

Fain A., (1972). Biologie et cycle vital des schistosomes, Acta gastro-ent. belg., 35, 277- 284.

Falkner, G., Ripken, T.E.J. & Falkner, M. (2002). Mollusques continentaux de la France : liste de référence annotée et bibliographie. Patrimoines naturels, 52 : 1-350.

Falleh H., R. Ksouri, K. Chaieb, N. Karray-Bouraou i, N. Trabelsi, M. Boulaaba and C. Abdelly. (2008). Phenolic composition of Cynara cardunculus L. organs, and their biological activities. Compt. Rend. Biol. Vol. 331. pp. 372-379.

Faouzi A., (2002). Étude sur l’utilisation des nématicides et la persistance du Fenamiphoros sur la culture de tomate sous serre dans la région de Souss Massa. Mémoire de fin d’étude, Institut agronomique et vétérinaire Hassan II, Agadir, 55 p.

Farouki, F.-Z. et M. Nemamacha (2004). Etude phytochimique d’une Capparidaceae Capparis spinosa L.(le Câprier) dans la région de Mila. Mémoire de fin d’Etudes Supérieures. Biologie et Physiologie végétale. Université Badji Mokhtar -Annaba.34 p.

Faulkner, L. R. et Bolander, W. J. (1970). Acquisition and distribution of nematodes in irrigation waterways of the Columbia basin in Eastern Washington. J. Nematol. 2, 362- 367.

Félicité F.D.N., (2011). Bulinus globosus et B. truncatus (Gastropoda : Planorbidae) : variabilité génétique et implications dans la transmission de Schistosoma haematobium au Cameroun. Thèse de Doctorat. p20.

Fennane M., Ibn Tattou M., Ouyahya A., Eloualidi J., (2007). Flore pratique du Maroc. Travaux de l'institut scientifique. Série botanique, n°38, Rabat, Volume 2.

Ferandel A. (2001). La bilharziose urinaire dans le monde « Aspect épidémiologique » . Thèse. Faculté de Pharmacie, Université Henri Poincaré, Nancy France.

~ 241 ~

Références bibliographiques

Flemming F. (1979). Study of the relationships between Schistosoma and their intermediate hosts.1. The genus Bulinus and S. haematobium from Egypte. Journal of Helminthology (53)-01.

Forrester M.B., (2006). "Jimsonweed (Datura stramonium) exposures in Texas, 1998- 2004ʺ, Journal of Toxicology and Environmental Health, 69, , 1757-1762.

Franklin M.T., (1951). The cyst forming species of Heterodera. Commonwealth Agricultural Bureaux, England, pp. 147.

Frankie, G.W., Baker, H.G. & Opler, P.A. (1974). Comparative phenological studies of trees in tropical wet and dry forests in the lowlands of Costa Rica. Journal of Ecology 62:881-913.

Friedman M. & Levin C.E., (1989), «Composition of Jimson Weed (Datura stramonium) Seeds, Journal of Agricultural and Food Chemistry, 37, 998-1005.

Fu XP, Wu T, Abdurahim M, (2008). New spermidine alkaloids from Capparis spinosa roots. Phytochem Lett 1: 59 –62. G Gaignaut J.C., D. Bitdet, M. Gaillard, J. Perronnet (1989).Stérols et stéroïdes, Partie I, Paris, 11-31.

Gasparotto A, Brenzan M, Piloto I, García-Cortez D, Nakamura C, Dias-Filho V, (2005). Estudo fitoquímico e avaliação da atividade moluscicida do Calophyllum brasiliense Camb (Clusiaceae). Quím Nova.; 28 (4):575-8.

Gentilini R. (1993). Bilharziose à Schistosoma intercalatum. In: Gentilini R. ed. Médicine Tropicale. 5th edition. Paris: Flammarion Médicine-Sciences (French); 233 p.

Georgirskii B. P., Komissarenko N. F. & Dmitrour C. E. (1990). Les composés bioactifs des plantes médicinales, édition Naouka, 336 pp (traduit du Russe).

Ghestem A., Segun E ., Paris M ., Orecchioni A-M., (2001).Le préparateur en pharmacie :Botanique-Pharmacognosie Phytotherapie - Homéopathie. Lavoisier Tec.

Ghisalberti, E.L., (2000). Lantana camara L. (Verbenaceae). Fitoterapia 71: 467–486.

Glöer, P. (2002).Les gastéropodes en Europe du Nord et du Centre. Clés d'identification, cycle de vie, la propagation. La faune de l'Allemagne, Conchbooks, 73: 327 pp.

Glöer, P. & Meier-Brook, C. (2003). Les mollusques d’eau douce. DJN: 134 pp.

~ 242 ~

Références bibliographiques

Gohar .A., M. El-Olemy, E. Abdel-Sattar, M. El-Said and M. Niwa. (2000). Cardenolides and β-sistosterol glucoside from Pergularia tomentosa. Nat. Prod. Sci. 6: 142-146.

Gomes C. R.M.D., Cayrol J.C., (1991). Relationship between inoculum density of the nematophagous fungus Paecilomyces lilacinus and control of Meloidogyne arenaria. Revue NematoL, 14 (4), 629-634.

Gommers, F. J., (1981). Biochemical interactions between nematodes and plants and the irrelevance to control: A review. Helminthol. Abstr.50:9-24.

Gomot. A., (1998) .Toxic effects of cadmium on reproduction, development, and hatching in the freshwater snail Lymnaea stagnalis for water quality monitoring. Ecotoxicol Environ Saf, 41 :288–297.

Gordon, C., (1997). Botanica : Encyclopédie de botanique et d'horticulture, plus de 10 000 plantes du monde entier. Ed. Random House Australia.1255p

Gorneflot R. (1998). Biologie végétale (plante supérieures : appareil végétatif) 6eme édition de l'Abrégé. .Ed. Masson. Paris. P286.

Gray, A.I., Waterman, P.G., (1978). Coumarins in the rutaceae. Phytochemistry 17, 845- 864.

Griffin WJ, Lin GD, Ladan MJ, (2000). Chemotaxonomy and geographical distribution of tropane alkaloids. Phytochemistry 53: 623–637.

Guingard J, (1996). Biochimie végétale. Lavoisier, Paris, 175-192 p.

Guignard J.-L, Dupont F., (2004). Botanique ; Systématique moléculaire. Edi. 13ème Masson. Paris : 157-180.

Gürbüz MF, Aksoylar MY, Boncukcu A (2009). A faunistic study on Ichneumonidae (Hymenoptera) in Isparta, Turkey. Linzer Biol Beit 41: 1969–1984.

Gurib-Fakim A. (2006). Medicinal plants: Tradition of yesterday and drugs of tomorrow. Review article. Mol. Aspects Med. 27 (1):1-93.

~ 243 ~

Références bibliographiques

H

Haba, H., Lavaud, C., Harkat, H., Alabdul Magid, A., Marcourt, L., Benkhaled, M., (2007). Diterpenoids and triterpenoids from Euphorbia guyoniana. Phytochemistry 68, 1255.

Haba, H., (2008). Etude phytochimique de deux Euphorbiaceae sahariennes : Euphorbia guyoniana Boiss. et Reut. et Euphorbia retusa Forsk., Thèse de doctorat. Université El Hadj Lakhdar Batna, 287 pages.

Hagan, A., Gazaway, W., Sikora, E. (1998). Nematode suppressive crops, Alabama Cooperative Extension System (Alabama A&M University and Auburn University) ANR- 856 .

Hamdi-Aïssa B., Ould-El-Hadj M. D., Chehma A., Hadjaidji F., Ben Setti A., Hacini H., Mokhta Ra F., Et Lekhchakhech E., (2005). Contribution à l’étude des conditions édaphiques de la flore spontanée de la médecine traditionnelle de la région d’Ouargla. Sém. Inter. Val. Plantes Médicinales dans les Zones Arides, Université Ouargla, 16p. Hammami H., Mezghani-Jarraya R., Damak M., Ayadi A., (2011). Molluscicidal activity of various solvent extracts from Solanum nigrum var. villosum L. aerial parts against Galba truncatula. Parasite; 18(1): 63-70.

Hammiche V and Maiza K (2006). Traditional medicine in Central Sahara: Pharmacopoeia of Tassili N’ajjer. Journal of Ethnopharmacology; 105: 358-367.

Hanifi, N., (1991). Importance des ressources phytogénétiques et leur utilisation en Algérie.In conservation des ressources végétales. Publication de Actes editions, p47-49.

Hanounik S.B., Robertson L.D. (1986): Resistance in Vicia faba germplasm to blight caused by Ascochyta fabae. Plant Disease, 73: 202–205.

Hansen, A. & Sunding, P. (1993). Flora of Macaronesia. Checklist of vascular plants. 4. revised edition. Sommerfeltia 17: 1–295.

Harborne, J. B., and Herbert B. (1995). Phytochemical Dictionary: A Handbook of Bioactive Compounds from Plants. Bristol: Taylor & Francis.

Hariri E. B., Salle G. et Andary C., (1991). Involvement of flavonoids in the resistance of two poplar cultivars to mistletoe (Viscum album L.), Protoplasma, 162, 20-26.

Hartmann, T. (1996). Diversity and variability of plant secondary metabolism: a mechanistic view. Entomol. Exp. Appl. 80: 177-188.

~ 244 ~

Références bibliographiques

Hasnaoui N, Daly D, Haj Khélil A, Zorgui L,Chekir G. L.(2006). Etude des protéines totales et de l’ADN issus des feuilles de Moricandia arvensis collectées de quatre régions du sud tunisien. Revue des Régions Arides - Numéro spécial - Actes du séminaire international « les Plantes à Parfum, Aromatiques et Médicinales ». SIPAM.

Hassan SW, Umar RA, Ladan MJ, (2007). Nutritive value, phytochemical and antifungal properties of Pergularia tomentosa L. (Asclepiadaceae). Int J Pharmacol, 3(4): 334 – 340.

Hassani l.L.M, (1985). Etude de la variabilite flavoniques chez deux conifères méditerranéennes : le pin maritime Pinus pinaster Ail. et le genevrier thurifere Juniperus thurifera L. Thèse de Doctoral de 3° cycle, Universite Claude Bernard Lyon I, 171p.

Hattoufi (2013). Évolution de la schistosomiase urinaire dans la province d’Errachidia. Analyse des facteurs de risques. Mémoire de Master de parasitologie. Institut Agronomique et Vétérinaire Hassan II ; Rabat, Maroc.

Havsteen, B. H., (2002). The biochemistry and medical significance of the flavonoïds. Pharmacology & Therapeutics,. 96 P: 67- 202.

Hegnauer R., (1973). Chemotaxonomie der Pflanzen, band 6, Birkhäuser Verlag, Basel und Stuttgart, Basel, Suttgart,6, 761 pp.

Hegnauer R. (1977). Chemotaxonomie der pflanzen. Eine Ubersicht uber die Verbreitung und die systematische Bedeutung der Pflanzenstoffe. Vol. 7. Basel: Birkhauser Verlag.

Heneidak S., Grayer R.J., Kite G.C., and Simmonds M.S.J., (2006). Flavonoid glycosides from Egyptian species of the tribe Asclepiadeae (Apocynaceae, subfamily Asclepiadoideae). Biochem. Sys. Ecol., 34 :575–584.

Henry, C. (1972). Isolement écologique des passereaux nicheurs d’un marais. Bull. Soc. Ecol., 3 : 109-137.

Hernández, T., Canales M., Avila J.G., Duran A., Caballero J., Romo de Vivar, A., Lira, R., (2003) .Ethnobotany and antibacterial activity of some plants used in traditional medicine of Zapotitlán de las Salinas, Puebla (México). Journal of Ethnopharmacology, 88 (2-3), p: 181-188.

Hewlett, T.E., Hewlett, E.M. and Dickson, D.W. (1997). Response of Meloidogyne spp., Heterodera glycines and Radopholus similis to tannic acid. Supplementary Journal of Nematology, 29: 737-741.

~ 245 ~

Références bibliographiques

Heywood, V. Harborne, J. Turner, B. (1977); An overture to the Compositae. In The Biology and Chemistry of the Compositae; Ed. Academic Press: London, UK; 1:1- 20.

Heywood (1978). Flowering plants of the world, First Edition, Ed, Oxford University Press, London. 336 p.

Heywood, V. H., Brummitt, R. K., Culham, A. and Seberg, O. (2007). Flowering plant families of the world. Royal Botanic Gardens, Kew, 424.

Hill,N.S.& Schmitt,D.P.(1989).Influence of temperature and soybean phenology on dormancy induction of Helerodera glycines. J.NemalOl., 21 :361-369.

Hilmi F., Sticher O. and Heilmann J. (2002). New cytotoxic 6, 7- Cis and 6,7 –trans configured guaianolides from Warionia saharae.J. Nat. Prod., 65, p523-526.

Hmamouchi M., Lahlou. M., Essali N. & Agoumi A., (1998). Molluscicidal proprieties of some proanthocyanidins, flavones and flavonols. Fitoterapia, 69,161-164.

Hmamouchi M, Lahlou M, Agoumi A. (2000). Molluscicidal activity of some Moroccan medicinal plants. Fitoterapia; 71(3): 308-14.

Holterman, M., Van Der Wurff, A., Van Den Elsen, S., Van Megen, H., Bongers, T., Holovachov, O., Bakker, J. & Helder, J. (2006). Phylum-wide analysis of SSU rDNA reveals deep phylogenetic relationships among nematodes and accelerated evolution toward crown clades. Molecular Biology and Evolution 23, 1792-1800.

Hoffman WA, Pons JA, Janer JL. (2003). Sedimentation concentration method in Schistosomiasis mansoni. Puerto Rico Journal of Public Health and Trop Medicine.;9:283–298.

Hongchang Yuan, Qingwu J, Genming Z and Na He. (2002). Achievements of Schistosomiasis Control in China. Memórias do Instituto Oswaldo Cruz, Rio de Janeiro, 97:187-189.

Hooper.D.J.,(1972).Ditylenchus dipsaci indescription of plante -prasitic nematodes.CIH.,set1 VOLN°14.,pp45-50

Hopkins .W.G., (2003). Physiologie végétale (2éme édition).Ed. De boek et Larcier. Bibliothèque Nationale .Paris. P514.

Hubendic K.B, (1951). - Recent Lymnaeidae, their variation, morphology, taxonomy, nomenclature and distribution. K. Svenska Venfensk. Handl. 4, 3 : 1-223.

~ 246 ~

Références bibliographiques

Hussein A. S.M., (1984): Effect of the galloyl group on the molluscicidal activity of tannins. Fitoterapia 5: 343–345.

Hussein, H. I., Kamet, A., Abou-zeid, M., EL-Sebae, A. H. and Saleh, M. A., (1994). Uscharin, the most potentmolluscicidal compound tested against land snails. Journal of Chemical Ecology. 20: 135 - 140.

I Ibn Tatou, M. et M. Fennane (1991). Aperçu historique et état actuel des connaissances sur la flore vasculaire du Maroc. In conservation des ressources végétales. Publication d’Actes éditions. p35-45.

Igor P. L. B., (2002).Etude des activités biologiques de Fagara zanthoxylodes Lam. (Rutaceae). Thèse pharmacie, Bamako, p. 133. Igwe C.U., Onyeze G.O.C., Onwuliri V.A, Osuagwu C.G. and Ojiako A.O., (2010).Evaluation of the Chemical Compositions of the Leaf of Spondias Mombin Linn from Nigeria.Australian Journal of Basic and Applied Sciences, 4(5): p. 706-710.

Ikan .R., (1969). Natural products. A laboratory guide. Academic Press; London, New York and San Fransisco; (17, 19).

Inocencio C., Rivera D., Obon M.C., Alcaraz F., Barrena J.-A. (2006). A systematic revision of Capparis section Capparis (Capparaceae). Ann. Mo. Bot. Gard., 93, pp. 122– 149.

Iserin P., Masson M., Restellini J. P., Ybert E., De Laage de Meux A., Moulard F., Zha E., De la Roque R., De la Roque O., Vican P., Deelesalle –Féat T., Biaujeaud M., Ringuet J., Bloth J. et Botrel A. (2001). Larousse des plantes medicinales : identification, préparation, soins. Ed Larousse. p10-12.

Ishibashi, N., Kondo, E., Muraoka, Nt & Yokoo, T. (1973). Ecological significance of dormancy in plant parasitic nematodes. Ecological ctifference between eggs in gelatinous marrix and cysts of Helerodera glycines Ichinoe. Appl.En.. Zool., 8 : 53-63. J

Jacobson RL, Schlein Y. (1999); Lectins and toxins in the plant diet of Phlebotomus papatasi (Diptera: Psychodidae) can kill Leishmania major promastigote in the sand fly and in culture. Ann Trop Med Parasitol. 93(4): 351-6.

Jaffe B.A., Zehre.L, (1982). Parasitism of the nematode Crinemella xenoplax by the fungus Hirsutella rhossiliensis. Phytopathol, 72, 1378-1381.

~ 247 ~

Références bibliographiques

Jahandiez , E . (1921). « Les Euphorbes cactoldes du Nord-Ouest de l'Afrique », Revue générale de Botanique, 33, 177-182.

Janssen G.J.W. (1994): The relevance of races in Ditylenchus dipsaci (Kühn) Filipjev, the stem nematode. Fundamental and Applied Nematology, 17: 469–473.

Jarraya R.M., Hammami H., Ayadi A., & Damak M., (2009).Molluscicidal activity of Hammada scoparia (Pomel) Iljin leaf extracts and the principal alkaloids isolated from them against Galba truncatula. Memórias do Instituto Oswaldo Cruz, 104, 1035-1038.

Jasmer DP, Goverse A, Smart G., (2003). Parasitic nematode interactions with mammals and plants. Annu Rev Phytopathol ; 41: 245–270. Jassbi, A. R., (2006).Chemistry and biological activity of secondary metabolites in Euphorbia from Iran. Phytochemistry, 67 (18). p : 1977-1984.

Jeffrey, C. (2007). Compositae: Introduction with key to tribes. Pages 61–87. In Families and Genera of Vascular Plants, vol. VIII, Flowering Plants, Eudicots, Asterales (J. W. Kadereit and C. Jeffrey, eds.). Springer-Verlag, Berlin.

Jones LM, De Giorgi C, Urwin PE. (2011). Caenorhabditis elegans as a resource for studies on plant-parasitic nematodes. In: Gheysen G, Fenoll C, Jones JT, eds. Genomics and molecular genetics of plant–nematode interactions. London, UK: Springer Science & Business Media, B.V., 175–220.

Jorge, F.C., Brito, P., Pepino, L.A. Portugal, H., Gil, R.P. (2001). Costa Aplicações para as cascas de árvores e para os extractos taninosos: uma revisão. Silva Lusitana, 9 (2): 225-236.

Jouad, H., Haloui, M., Rhiouani, H., El-Hilaly, J., Eddouks, M., (2001). Ethnobotanical survey of medicinal plants used for the treatment of diabetes, cardiac and renal diseases in the North centre region of Morocco. Journal of Ethnopharmacology 77, 175–182.

Jourdane J. (1982). Étude des mécanismes de rejet dans les couples mollusques schistosome incompatibles à partir d'infestations par voie naturelle et par transplantations microchirurgicales de stades parasitaires. Acta Tropica, 39: 325-335.

Journal official, (1995). JO 1995-33 du 21-juin-1995, décret exécutif 95-168 portant classement de certains tronçons de voies de communications dans la catégorie des routes nationales, p. 9.

Judd W.S. Et C. Campbell., (2002). Botanique systématique une perspective physiologique. Boeck Universités. Paris. 84-87.

Judo, C., Kellogg. S., (2002).Botanique systématique une perspective phylogénétique. ~ 248 ~

Références bibliographiques

Judy A.T., F.D. Richard, D.M. John, L.F. Richard, B.L. David & M. Glibert, (2004). Double-cropping cucumbers and squash after resistant bell pepper for rootknot nematode. Manag. Plant Desease, 88, 589-593.

K Kachouri N.N. et B’Chir M.M., (1997). Distribution of nematodes associated to cereals in Tunisia. Sixth Arab Congress of Plant Protection, October 27-31 Beirut, Lebanon. Kansole M. M. R.,( 2009). Etude ethnobotanique, phytochimique et activités biologique de quelques Lamiaceae du Burkina Faso: cas de Leucas martinicensis (Jacquin) R. Brown, Hoslundia oppositavahi et Orthosiphon pallidusroyle ex benz'. (D.E.A) en Biochimie et Microbiologie. Université Ouagadougou.

Kanwal Q., I. Hussain, H. Latif Siddiqui et A. Javaid, (2010). Antifungal activity of flavonoids isolated from mango (Mangifera indica L.) leaves. Nat Prod Res., 24(20), 1907- 14.

Kapoor S. (2013).The anti-neoplastic effects of coumarin: an emerging concept. Cytotechnology; 65(5):787-8.

Kara N., Bouzidi A., Mahdeb N., & Djellal F., (2009)."Bilan de l’intoxication des animaux d’élevage par le Datura stramonium dans la région de Sétif Algérie, LRRD, 21, . 11 p.

Karumi, Y; Onyeyili, P.A; Ogugb uaja, V.O; (2004). Identification of active principales of balsamina (Balsam apple) leaf extract. J. Med. Scien. 4: 179-182.

Karamali .K., and Teunis V. R., (2001). Tannins: Classification and Definition. The Royal Society of Chemistry. Nat. Prod. Rep., 18, 641–649

Kawagutí, R.; Kim, K.W, (1940)." Constituents of the seeds of Zizyphus vulgaris Lamk.var. spinosus Bunge",J.pharm.Soc.Japan,352;Chem.Abstr.,p 35, 399.

Kerry B.R., Deleu F., (1991). New nematocidal strain of Verticillium chlamydosporium for control of Meloidogyne spp., well maintained in soil without damage to plants. Brevet Agric Genetics Co. n °WO9101642.

Khallaayoune. K., Madsen. H., Laamrani. H. (1998). Evaluation of three methods to control Bulinus truncates the intermediate host of Schistosoma haematobium in an irrigation scheme,Tessaout-Amont, morocco. Acta Tropica., vol. 69, pp. 51-63.

~ 249 ~

Références bibliographiques

Khanfar M.-A., Sabri S.-S., Abu Zarga M.-H., Zeller K.-P., (2003), the chemical constituents of Capparis spinosa of Jordanian origin, Natural product research, n° 17-1, p. 9-14.

Khenaka, K. (2011). Effet de diverses plantes médicinales et de leurs huiles essentielles sur la méthanogénèse ruminale chez l’ovin, Diplôme de Magister En Microbiologie Appliquée, Université Mentouri Constantine. p19, 24.

Killeen I., Aldridge D. & Oliver G., (2004). Freshwater Bivalves of Britain and Ireland : AIDGAP, 82 : 1-114.

King A., and Young G. (1999). Characteristics and occurrence of phenolic phytochemicals.Jof the American dietetic association.99:213-218.

Kloos H., Thiongo F. W., Ouma J.H. & Butterworth A.E. (1987). Preliminary evaluation of some wild and cultivated plants for snail control in Machakos district, Kenya. The Journal of Tropical Medicine and Hygiene, 90, 197-204.

Koene J. and Ter Maat A. , (2005). Sex role alternation in the simultaneously hermaphroditic pond snail Lymnaea stagnalis is determined by the availability of seminal fluid. Anim. Behav., 69 :845–850.

Koene J., Montagne-Wajer K., and Ter Maat A. , (2007). Aspects of body size and mate choice in the simultaneously hermaphroditic pond snail Lymnaea stagnalis. Ani. Bio., 57 :247–259.

Koenning, S. R. et Baker, K. R. (1995). Soybean photosynthesis and yield as influenced by Heterodera glycines, soil type and irrigation . J. Nematol. 27, 51-62.

Koenning SR, Kirkpatrick TL, Starr JL, Walker NA, Wrather JA, Mueller JD. (2004). Plant-parasitic nematodes attacking cotton in the U.S.: Old and emerging problems. Plant Disease.;88:100–113.

Kostova I. (2005). Synthetic and natural coumarins as cytotoxic agents. Current Medicinal Chemistry - Anti-Cancer Agents. 5(1):29-46.

Kostova I. (2006).Coumarins as Inhibitors of HIV Reverse Transcriptase. Current HIV Research.;4(3):347-63.

Kostova I. (2007). Studying plant derived coumarins for their pharmacological and therapeutic properties as potential anticancer drugs. Expert Opin Drug Discov. 2(12):1605- 18.

~ 250 ~

Références bibliographiques

Kothe H., (2007). 1000 plantes aromatiques et médicinales. Ed : Terre édition. P 7- 13.

Kumar D, Mishra SK, Tandan SK, Tripathi HC. (1995). Possible mechanism of anthelmintic action of palasonin on Ascaridia galli. Indian J Pharmacol;27:161-8.

L Laamrani H, Boelee E. (2002). Rôle des paramètres de conception, de gestion et de maintenance des périmètres irrigués dans la transmission et la lutte contre la bilharziose au Maroc central. Cahiers d’études et de recherches francophones, 11(1):9-23. Laaziri .M., (2012). Schistosomiase au Maroc : une réalité et un succès après trois décennies de lutte, Organisation mondiale de la santé.

Ladyguina E.Y., Safronitch L.N., Otriachenkova V.E., Bolandina I.A. and Grinkevitch N.I., (1983). Analyse chimique des plantes médicinales. Moskva, Vischaya Chkola.

Lahlou. M., (2001). Contribution à l’étude des activités antiparasitaires et insecticide par les plantes médicinales Marocaines. Doctoral Thesis, Faculty of Sciences Ain Chok, Casablanca, 300 pp.

Lahlou M ., El Mahi M ., Hamamouchi J. (2002).Evaluation des activités antifongiques et molluscicide de Zizyphus lotus (L.) Desf.du Maroc.Journal des annales pharmaceutiques française ,60 :410-414.

Lamberti F., Greco N. et Zaouchi H., 1975. A nematological survey of date palm and other major crops in Algeria. FAO Plant Protection Bulletin, 23: 156-160.

Lance E., Paty C., Bormans M., Brient L., and Gérard C. (2007). Interactions between cyanobacteria and gastropods ii. impact of toxic planktothrix agardhii on the life-history traits of Lymnaea stagnalis. Aquat Toxicol, 81 :389–396.

Lapornik B, Prosek M, Wondra, A. G. (2005). Comparison of extracts prepared from plant by-products using different solvents and extraction time. Journal of Food Engineering; 71: 214–222.

Lardinois P., Duez P., Chamart S., Lejoly J., Hanocq M., Guissou P., Sawadogo M. Et Molle L., (1988). Etude des conditions d'optimalisation d'une culture de Datura stramonium au Burkina Faso. Bull. Méd. Trad. Pharm. ACCT (Paris) 2: 31-45.

Lauritis, J. A., Rebois, R. V., and Graney, I. S. (1983). Development of Heterodera glycines Ichinohe on soybean Glycine max (L.) Merr., under gnotobiotic conditions. J. Nematol. 15:272-281.

~ 251 ~

Références bibliographiques

Le Floc’H, E., (1983). Contribution à une étude ethnobotanique de la flore tunisienne. Pub. Sci. Tunis. Programme Flore et Végétation Tunisiennes. 2 Part. Imprimerie Officielle de la République Tunisienne, 402 p.

Le Floc'h E., Grouzis M., (2003).Acacia raddiana, un arbre des zones arides à usages multiples. Un arbre au désert : Acacia raddiana. Édi IRD Paris :21-58.

Lehman, P. S. (1994). Dissemination of phytoparasitic nematodes. Nematol. circular 208, 1-4.

Lemmich .E., Adewunmi .C.O., Furu .P., Kristensen .A., Larsen L., Olsen .C.E., (1996). 5-Deoxyflavones from Parkia clappertoniana. Phytochemistry 42: 1011–1013.

Lenika, S., Rajesh, S., Sudarshan, O., (2005). Evaluation of antimotility effect of Lantana camara L. var. aculeate constituents on neostigmine induced gastrointestinal transit in mice. BMC Complement Altern. Med. 5 :1–6.

Lévêque C. (1980). Mollusques. In : Durand J.-R. & Levêque, C. Flore et faune aquatiques de l’Afrique sahélo-soudanienne. Tome 1. Collection Initiations- Documentations Techniques, Editions de l’Office de la Recherche Scientifique et Technique d’Outre-mer (O.R.S.TOM), Paris, N 44 : 283 - 305.

Lévêque C., Fairhurst C. P., Abban K., Paugy D., Curtis M. S., Traore K. (1988). Onchocerciasis Programme in EST Africa. Ten years monitoring of fish populations. Clemosphere,17, 421-440.

Linderschmidt R, Trylka A, Goad M, Witschi H. (1986). The effects of dietry butylated hydroxytoluene on liver and colon tumor development in mice." Toxicology. 38, 151-160.

Livingstone, D.R. (1993). Biotechnology and biomonitoring: use of molecular biomarkers in the aquatic environment. Journal of Chemistry and Techniques in Biotechnology, 57, 195-211.

Lock, J.M., (1989). Legumes of Africa: A Chechlist. 1st Edn. Royal Botanical Garden, Kew, England. 618 pages.

Longuo, H. F.; Chelma, A. et Ouled Belkher, A., (1989), "Quelques aspects botaniques et nutritionnels des paturages du dromadaire en Algerie", Options mediteranéenes-Serie Seminaire-n°. 2-47-53.

~ 252 ~

Références bibliographiques

M Macheix, JJ., Fleuriet, A., (1993). Phenolics in fruit products: progress and prospects in Polyphenolic Phenomena, Ed. A. Scalbert, INRA Paris, 157-163.

Mackee, H. S. (1994). Catalogue des plantes introduites et cultivées en Nouvelle- Calédonie. Deuxième édition. Flore de Nouvelle-Calédonie et Dépendances. Muséum national d'Histoire naturelle, Paris. Hors-série: 164 pp.

Madi. A., (2009). Caractérisation et comparaison du contenu polyphénolique de deux plantes médicinales (thym et sauge) et la mise en évidence de leurs activités biologiques, Mémoire magister, Université Mentouri Constantine.

Mahajan, R., Singh, P. and Bajaj, K.L. (1985). Nematicidal activities of some phenolic compounds against Meloidogyne incognita. Revue Nematology, 8, 161-164.

Mahfoud.A .,Porte.C .,Caubel.,G (1996). La résistance de la betterave sucrière HM1091 vis-à-vis du nématode à kyste Hetrodra schachatiiInstitut National Recherche Agronomique Zoologie, Nematol, Medit N°24 .,pp.227.-233.

Maire R., (1987). Flore de l'Afrique du Nord (Maroc, Algérie, Tunisie, Tripolitaine, Cyrénaïque et Sahara), XVI: Dicotyledonae. Le Chevalier, Paris, 302 p.

Maiza K., Brac De La Periere.A ., Hammiche V. (1993). Pharmacopée Traditionnelle Saharienne Sahara Septentrional. Médicaments et Aliments : L’approche Ethnopharmacologique, p l69-171. Actes Du 2eme Colloque Européen d’ethnophmacologie et de la 11ème conférence internationale d’ethnomédecine, Heidelberg.

Majob F., Kamalinejab M., Ghaderi N., Vahidipour H.R., (2003). Phytochemical screening of some species of Iranien plants. Iranian J Pharma Res.; 77 –82.

Malgras D. (1992).Arbres et arbustes guérisseurs des savanes maliennes. Edits Karthala et ACCT, Paris ; 474.

Mamadou A. O., (2005). Étude phytochimique et de l`activité antipaludique in vivo et in vitro de momordica balsamina linn. (Cucurbitaceae). Université de BAMAKO. Faculté de médecine, de pharmacie et d`odonto-stomatologie. 48-49-50.

Manga, H.M., Brick D., Marie D. E. P., Quetin-Leclercq J., (2004) .In vivo anti- inflammatory activity of Alchornea cordifolia (Schumach. & Thonn.) Müll. Arg. (Euphorbiaceae). Journal of Ethnopharmacology, 92 (2-3), P: 209-214.

Mansoor, F., I. Anis, S. Ali, M.I. Choudhary and M.R. Shah, (2013). New dimeric and trimeric coumarin glucosides from Daphne retusa Hemsl. Fitoterapia, 88: 19-24.

~ 253 ~

Références bibliographiques

Mantawy MM, Hamed MA, Sammour EM, Sanad M. (2004). Influence of Capparis spinosa and Acacia arabica on certain biochemical haemolymph parameters of Biomphalaria alexandrina. J Egyp Soc Parasitol.; 34(2): 659-77.

Maradufu. A. et Ouma. J. H. (1978). A new chalcone as a natural molluscicide from Polyconum senagalenese. Phytochemistry., vol. 17, pp. 823-824.

Markouk, M., Bekkouche, K., Larhsini, M., Bousaid, M. And Lazrek, H.B., (2000). Evaluation of some Moroccean medical plant extracts for larvicidal activity. J. Ethnopharmacol., 73: 293–297.

Markouk, M., Lazrek, H.B., Jana M. (1999). An-algesic effects from Cotula cinerea . Phytotherapie Research, 13 : 229-230.

Marouf.A. (2012). Pante natives d’Algérie. http://algerianativeplants.net/html/plante- algerie-apropos.php. Consulté le (29/12/2012).

Marston. A. et Hostettmann. K., (1985). Review article number 6: plants molluscicides. Phytochemistry., vol. 24, no. 4, pp. 639-652.

Marston. A., Maillard. M., Hostettmann. K. (1993). Search for antifungal, molluscicidal and larvicidal.Compounds from African medicinal plants. Journal of Ethnopharmacology., vol. 38, pp. 215-223.

Mason, W.M., Paritch, G.S.; Almond, D.S., (1994). Saponin containing anti-feedant and molluscicide for terrestrial molluscs control. United State Patent, 7 pages.

Mateille T., Tavoillot J., Martiny B., Fargette M., Chapuis E., Baudouin M., Dmowska E., Bouamer S. (2011), Plant-associated nematode communities in west- paleartic coastal for edunes may relat to climate and sediment origins. Applied Soil Ecology, 49, p. 81-93.

Matthiessen. P. (2008). An assessment of endocrine disruption in mollusks and the potential for developing internationally standardized mollusk life cycle test guidelines. Integr Environ Assess Manag, 4 :274–284.

Mc Nair, J. B., (1935). The taxonomic and climatic distribution of alkaloids , Butt. Torrey bot. Cl, , 62, 219-226.

Medina F.R. & Ritchie L.S., (1980). Molluscicidal activity of the Puerto Rican weed Solanum nodiflorum against snail hosts of Fasciola hepatica. Economic Botany, 34, 368- 375.

~ 254 ~

Références bibliographiques

Mekroud, A. (2004). Contribution. l’étude de la distomatose fasciola hepatica dans le nord-est algérien, recherches sur les ruminants et le mollusque hote. These doctorat d’etat.

Mello-Silva, C.C., Vilar, M.M., Vasconcellos, M.C., Pinheiro, J., Rodrigues, M.L.A., (2010): Carbohydrate metabolism alterations in Biomphalaria glabrata infected with Schistosoma mansoni and exposed to Euphorbia splendens var. hislopii latex, Mem. Inst. Oswaldo Cruz, 105(4): 1-4.

Merck E. (1980). Révélateurs pour la chromatographie en couche mince et sur papier. Darmstadt: 153 p.

Mesia-Vela, S., Santos, M.T., Souccar, C., Lima-Landman, M.T.R., Lapa, A.J., (2002). Solanum paniculatum L. (Jurubeba): Potent inhibitor of gastric acid secretion in mice. Phytomedicine, 9:508–514.

Messaoudi S. (2008). Les plantes médicinales. Troisième édition, Dar Elfikr, Tunis. pp. 23-181.

Messiaen.C.M., Messaiea-Pagotto.F., (2009). Le potager familial méditerranéen. 2éme Editions Quae .182p.

Mezache., N. (2010),"Détermination structurale et évaluation biologique de substances naturelles de quelques espèces de la famille asteraceae: Senecio giganteus Desf. et Chrysantemum myconis ", Thèse de doctorat, Université mentouri-Constantine, pp 4, 5, 17,23-26.

Migahid, A . M . (1954)," Water economy of desert plants ", Proceedings, Symposium on Scientific Problems of Land Use in Arid Regions, HeHopolis, 3-35.

Milcent R. et Chau F., (2003). Chimie organique hétérocyclique : Structure fondamentale, chimie et biochimie des principaux composés naturels, EDP sciences.

Miller, J.E., J.A. Stuedemann, and T.H. Terrill. (2005). Nematode parasites and grazing research. Proc. Southern Pasture and Forage Crop Improvement Conference, Philadelphia, MS.

Miraldi E., Masti A., Ferri S. & Barni C.I. (2001). "Distribution of hyoscyamine and scopolamine in Datura stramonium, Fitoterapia, 72, , 644-648.

Mohammad A. & M. Abdul, (2002). Roles of organic soil amendments and soil organisms in the biological control of plant-parasitic nematodes. A review. Bioresource Technology, 74, 35-47.

~ 255 ~

Références bibliographiques

Moisan, J., (2010). Guide d’identification des principaux macroinvertébrés benthiques d’eau douce du Québec, Surveillance volontaire des cours d’eau peu profonds , Direction du suivi de l’état de l’environnement, ministère du Développement durable, de l’Environnement et des Parcs.

Mokabli A., Valette S., Gauthier J.P. et Rivoal R., (2001). Influence of temperature on the hatch of Heterodera avenae Woll. populations from Algeria. Nematology, 3: 171-178. Mole .S., Waterman .P.G., (1987). Tannic acid and proteolytic enzymes: enzyme inhibition or substrate deprivation. Phytochemistry 26:99–102.

Monod, T. (1974). Note sur quelques Acacias d'Afrique et du Proche-Orient. Bull. I.F.A.N. 36(3), SER. A:644–653.

Moussalim S., (1992).Etude de la dynamique des populations de Bulinus truncatus hôte intermédiaire de Schistosoma haematobium dans la région du Haouz, p17.

Moustafa, A. A. & J. M. Klopatek (1995): Vegetation and land forms of the Saint Catherine area, southern Sinai, Egypt. Journal of Arid Environments, 30: 385-395.

Mouterde, P. (1953), La Flore du Djebel Druze. Editor Université Saint-Joseph Beyrouth y P. Lechevalier, Impr., 224 pp.

Mouthon J. (1954). Les Mollusques Dulcicoles ; Données biologiques et écologiques ; Clés de détermination des principaux genres de Bivalves et de Gastéropodes de France ; Laboratoire d'Hydroécologie du CEMAGREF - institut des Sciences Naturelles.

Msanda F, El Aboudi A, Peltier JP. (2002). Originalité de la flore et de la végétation de l’Anti-Atlas sud-occidental (Maroc) Feddes Repert; 113: 603–15.

Mugniéry D (1996). Nématodes. In: Rousselle P, Robert Y, Crosnier JC (eds) La pomme de terre. INRA Editions (Paris), pp 164-171.

Mugniéry D, Fouville D, Dantec JP, Pellé R, Rousselle-Bourgeois F, Ellissèche D (2001). Résistance à Globodera pallida Pa2/3 chez Solanum sparsipilum. Nematology 3:619-626.

Mulvey, H. R. and A. R. Stone. (1976). Description of Punctodera matadorensis n. gen., n. sp. (Nematoda: Heteroderidae) from Saskatchewan with list of species and generic diagnoses of Globodera (n. rank), Heterodera and Sarisodera. Canadian Journal of Zoology, 54: 772–785.

Munakata K., (1979). Nematocidal Natural Products. In D.L. Whitehead & W.S. Bowers : Natural producls for innovative pest management. Pergamon Press Oxford.

~ 256 ~

Références bibliographiques

Murakami A., Tanaka T., Lee J. Y., Surch Y. J., Kim H. W., Kawabata K., Akamura Y., Jiwajinda S.et Ohigashi H., (2004). Zerumbone, a sesquiterpene en subtropical ginger, suppresses skin tumor initiation and promotion stages in ICR mice, International journal of cancer., 110, 481-490.

N N’Guessan K., (1995), Contribution à l’étude ethnobotanique en pays krobou (Côted’Ivoire). Thèse de Doctorat de 3ème cycle, Université Nationale de Côte-d’Ivoire, F.A.S.T. d’Abidjan, 557 pp.

N'Guessan K., Tiébré M-S., Aké-Assi E. & Zirihi G. N. (2009). Ethnobotanical Study of Plants Used to Treat Arterial Hypertension, in Traditional Medicine, by Abbey and Krobou Populations of Agboville (Côte-d’Ivoire). European Journal of Scientific Research 35 (1): 85-98.

Nabli, M. A. (1991). Diversité floristique en Tunisie. In Rejdali, M. & Heywood, V. H. (ed.), Conservation des ressources végétales. Actes Editions, Institut Agronomique et Vétérinaire Hassan II, Rabat, Maroc. pp. 51-52.

Nabors M., (2008). Biologie végétale (structure, fonctionnement, écologie et biotechnologies).Ed. Pearson education France. P 614.

Nacoulma-Ouédraogo G. O. (1996). Plantes médicinales et pratiques médicinales traditionnelles au Burkina Faso. Cas du plateau central. Thèse de doctorat ès sciences naturelles. FA.S.T Ouagadougou. Tome I et II, 605p.

Ncube NS, Afolayan AJ, Okoh AI. (2008). Assessment techniques of antimicrobial properties of natural compounds of plant origin: current methods and future trends. African Journal of Biotechnology; 7 (12): 1797-1806.

Ngom S., Chaabi M., Herrmann S., Mincker C., Mekideche N., Lobstein A.,(2007).Bioactive constituents of sea fennel (Crithmum maritimumL.) 4ème journées de l’Institut Fédératif de Recherche 85.

Ndom. J.C. (2008). Contribution à l’étude phytochimique de deux plantes medicinales : Crepis cameroonica et Senecio burtonii (Asteracees) : Activités biologiques de certains composés. Thèse doctorat PhD en chimie organique, pp153.

Negadi M., Hassani A., Bounacuer F. et Azzaoui M. E., (2014). Etude de la diversité floristique de la région d’El Bayadh (Algérie): Flore rare et menacée. Revue Ecologie- Environnement, Université de Tiaret –Algérie, 10: 50-55.

~ 257 ~

Références bibliographiques

Nemlin J et Brunel J. F., (1995). Fascicule de Travaux Pratiques de Matière Médicale (3ème année).Université Nationale de Côte-d’Ivoire. Faculté de Pharmacie. Département de Pharmacognosie. Laboratoire de Phytologie, 47 pp.

Niblack T.L., Colgrove K.B., Colgrove A.C. (2006). Soybean cyst nematode in Illinois from 1990 to 2006: Shift in virulence phenotype of field populations. Journal of Nematology.;38:285. Nicolaou KC, Guduru R, Sun YP, Banerji B, Chen DY. (2007). Total synthesis of the originally proposed and revised structures of palmerolide A. Angewandte Chemie (International Ed. in English). 46: 5896-900.

Njioko.F.,(1992). Génétique et biologie des populations de deux hôtes intermédiaires des schistosomes a éperon terminal : Bulinus Globosus (Morelet 1866) et Bulinus truncatus (Adoun 1827) ; Conséquences épidémiologiques.Thèse. Institut Grec de recherche Scientifiques pour développement et coopération.

O Oehlmann. J. and Schulte-Oehlmann. U. (2003). Endocrine disruption in invertebrates. Pure Appl. Chem., 75 :2207–2218.

OEPP (2009). Diagnostic Globodera pallida et Globodera rostochiensis PM7/40. Bulletin OEPP, 39, 354-368.

Oetken M., Bachmann J., Schulte-Oehlmann U., and Oehlmann J. (2004). Evidence for endocrine disruption in invertebrates. Int Rev Cytol, 236 :1–44.

Oka Y, Nacar S, Putievsky E, Ravid U, Yaniv Z, Spiegel Y. (2000). Nematicidal activity of essential oils and their components against the root-knot nematode. Phytopathology. 90:710–715.

Okunade .A. (2002). Ageratum conyzoides L. (Asteraceae). Fitoterapia; 73: 1-16.

Okunji CO, Iwu MM (1991): Molluscicidal activity of Garcinia kola biflavanones. Fitoterapia 62: 74–76.

Ollet B., (1992). Destins de l’arbre dans les sociétés tropicales : idées pour une politique de conservation des forêts. Rev.Bois et Forêts des Tropiques, 232(2).

OMS, (1985). Lutte contre la schistosomiase. Rapports techniques, n° 728.

Ongilagha J., A. Bala, R. Hallett, M. Gruber, J. Soroka, N. Westcott (2003). Biochemical Systematics and Ecology, Vol. 31, 1309-1332.

~ 258 ~

Références bibliographiques

Ongilagha J, Lazorko J, Gruber M, Soroka J.and Erlandson M, (2004). Effect of flavonoids on feeding pretene and development of the Cracifer pest Mamestra configurata Walker. Journal of Chemical Ecology .30(1):109-124.

Orjala .J., Erdelmeier C.A.J., Wright A.D., Rali .T., Sticher .O., (1993). Five new prenylated p-hydroxybenzoic acid derivatives with antimicrobial and molluscicidal activity from Piper aduncum leaves. Planta Med 59: 546–551.

Ould El Hadj M. D., Hadj-Mahammed., M., Zabeirou, H. (2003). Place des plantes spontanées dans la médicine traditionnelle de la région d’Ouargla (Sahara septentrional Est). Courrier du Savoir – N°03, 47-51.

Ozenda P., (1958). Flore du Sahara septentrional et central. Edit. CNRS, Paris. 468 p.

Ozenda P., (1977). Flore de Sahara septentrional. Ed. Centre nati. rech. sci..C. N. R. S, Paris, 622 Pages.

Ozenda P., (1983). Flore et végétation du Sahara. 1 ère édition. Ed. C.N.R.S. Paris.662 pages.

Ozenda, P., (1991).Flore et végétation du Sahara. 3eme édition. CNRS Paris. 662 p.

Ozenda P., (2000). Les végétaux ; organisation et diversité biologique. Edi. DUNOD. 2ème édition. Paris.353-450.

Ozenda P. (2004). Flore et végétation du sahara. 3ème édition. Paris: CNRS Editions : 365- 66.

P Paccalet, Y., (1981).La flore méditerrannéenne. Guide Point Vert. Ed Hatier. Paris. 126p.

Panicao AM , Cardileb T V, Garufia F, Pugliaa C, Bonina F, Ronsisvalle G. (2005). Protective effect of Capparis spinosa on chondrocytes Life Sciences, 77: 2479–2488.

Pari, K.; Rao, P. J.; Devakumar, C. & Rastogi, J. N., (1998). A novel insect antifeedant nonprotein amino acid from Calotropis gigantea. Journal of natural production. Dawners Grove, III. (American Society of Pharmacognosy), 61(1): 102-104.

Park, I.K., Park, J.Y., Kim, K.H., Choi, K.S., Choi, I.H., Shin, S.C., (2005). Nematicidal activity of plant essential oil and components from garlic (Allium sativum) and cinnamon (Cinnamomum verum) oil against the pine wood nematode (Bursaphelenchus xylophilus). Nematology 7, 767–774. ~ 259 ~

Références bibliographiques

Parrotta A .J. (2001).Healing plants of peninsular India. Wallingford, U K: CABI Publishing; p. 131-132.

Pebret F. P., (2003), Maladies Infectieuses - Toutes Les pathologies des Programmes officiels. Etudes Médicales ou paramédicales, Heures de France. p 401.

Pérez, M.P., Navas-Cortés, J.A., Pascual-Villalobos, M.J., Castillo, P., (2003). Nematicidal activity of essential oils and organic amendments from Asteraceae against rootknot nematodes. Plant Pathol. 52, 395–401.

Peronny S., (2005). La perception gustative et la consommation des tannins chez le MAKI (Lemur Catta).Thèse de Doctorat du Muséum national d'histoire naturelle. Discipline Eco- Ethologie .151 p.

Perrett. S et Whitfield. P. J. (1996). Currently available molluscicides. Parasitology Today., vol. 12, no. 4, pp. 156-159.

Perry, R.N. (1989). Dormancy and hatching of nematode eggs. Parasitology Today 5: 377–383.

Perry,R.N.,Zunke,U.&Wyss,U.(1989).Observations on the response of the Dorsal and subventral oesophageal glands of Globodera rostochiensis ro hatching stimulation.RevueNémalOl.,12:91-96.

Perry, R.N. & Moens, M. (2011). Survival of parasitic nematodes outside the host. In: Perry,R. N.&Wharton,D.A.(Eds). Molecular and Physiolgical Basis of Nematode Survival.UK, CAB International, pp. 1-27.

Petrusson, L. & M. Thulin (1996). Taxonomy and biogeography of Gymnocarpos (Caryophyllaceae). Edinburgh Journal of Botany, 53 (1): 1-26.

Pibiri M., (2006). Effects of cinnamaldehyde, garlic and juniper berry essential oils on rumen fermentation, blood metabolites, growth performance, and carcass characteristics of growing lambs. Thèse de doctorat, Institut des infrastructures, des ressources de l’environnement, Lausanne, Suisse.258p.

Picard D, Plantard O, Scurrah M, Mugniéry D. (2004). Inbreeding and population structure of the potato cyst nematode (Globodera pallida) in its native area (Peru). Molecular Ecology 13 : 2899-2908.

Pichersky .E., Gang D.R., (2000). Genetics and biochemistry of secondary metabolites in plants: an evolutionary perspective. Trends Plant Sci. Vol. 5, 439–445.

~ 260 ~

Références bibliographiques

Pichi-Sermolli, R . E . G . (1955). " Tropical East Africa ", Plant ecology. Reviews of research,Paris, Unesco, p. 302-360. (Arid zone research, VI.).

Pietta P. G. (2000), Flavonoids as antioxidants. J. Nat. Prod.63, 1035-1042.

Pignatti, S. (1982). Flora d’Italia. Vol. 1. Edagricole, Bologna, 790 pp.

Pirame S.S.L., (2003). Contribution à l’étude de la pathologie estivale de l’escargot petit- gris (Helix aspersa) : reproduction expérimentale. Thèse de doctorat vétérinaire, Ecole Nationale Vétérinaire, Université Paul-Sabatier, Toulouse, France, 99 p.

Poda, J.N., Dianou, D., Kambou, T., Sawadogo, B. and Sondo, B. (2001). Etude comparative de trois foyers bilharziens à Schistosoma haematobium au Burkina Faso. Bulletin de la Société de Pathologie Exotique, 94, 25-28.

Polygenis-Bigendako M.J. et Lejoly J., (1989). Plantes employées dans le traitement des diarrhées en médecine traditionnelle au Burundi occidental. Bull. Soc. Roy. Bot. Belg. 122: 87-97.

Pottier-Alapetite, G. (1981). Flore de la Tunisie. Angiosperrnes Dicotylédones: apétales - dialypétales - gamopétales. Première et deuxième partie. Ed, Imprimerie officielle de la république tunisienne, Tunis.-Tunisie, 1190 p.

Preston T.M., Southgate V.R., (1994). The species specificity of Bulinus-Schistosoma interactions. Parasitology todays. 10(2): 69-73.

Puja .O., and Satinder K. P., (2010). Effect of phenolic compounds on nematodes- A review .Journal of Applied and Natural Science 2 (2): 344-350 (2010).

Putter J.G., Macconnelf.A., Preiserf.A., Haidri A.A., Ristishs.S., Dybas R.A. (1981). Avermectins : novel insecticides, acaricides and nematicides from a soil microorganisfn. Experientia, 37, 963-964.

Q Quezel, P. Santa, S. (1962). Nouvelle flore de l’Algérie et des régions désertiques méridionales ; (Tome I). Ed. Centre National De La Recherche Scientifique ; France ; P949.

Quezel, P. & Santa, S. (1963). Nouvelle flore de l’Algérie et des régions désertiques méridionales. CNRS., Paris, Tome II. 1170 p.

Quezel P., Medail F., (2003). Ecologie et biogéographie des forêts du bassin méditerranéen .Ed. ELSEVIER: 263-265.

~ 261 ~

Références bibliographiques

R

Rammah A., (1994). Cereal cyst nematode (Heterodera avenae) in Morocco. Arab and Near East Plant Protection Newsletter, 19: 40.

Randerath K., (1971).Chromatographie sur couches minces, Paris : Édition Gauthier- Villars, 337-339.

Rashid .S., Ashraf .M., Bibi .S. and Anjum .R. (2000). Antibacterial and antifungal activities of Launaea nudicaulis (Roxb) and Launaea resedifolia (Linn). Pak. J. Biol. Sci,. 3(4): 630-632.

Rathee S., Rathee P., Rathee D., Rathee D., Kumar. V (2010). Phytochemical and pharmacological Potential of Kair (Capparis Decidua). International Journal of Phytomedicine 2 : 10-17 ISSN: 0975-0185.

Ravelonjato B., Libot F., Ramiandrasoa F., Kunesch N., Gayral P., Poisson J., (1992). Molluscicidal constituents of Calophyllum from Madagascar: Activity of some natural and synthetic neoflavonoids and Khellactones. Planta Med 58: 51–55.

Rees, S. B., Harborne. J. B., (1985).The role of sesquiterpene lactones and phenolics in the chemical defence of the chicory plant. Phytochem, 24. p: 2225 – 2231.

Regnault-Roger C., (2002). De nouveaux phyto-insecticides pour le troisième millénaire. In : Philogène B.J.R, Regnault-Roger C. & Vincent C., coord. Biopesticides d'origine végétale. Paris : Lavoisier-Éditions Tec & Doc, 19-39.

Reveal J. L. (1999). Selected Families of Angiosperms: Asteridae. PBIO 450. Lecture Notes. Norton-Brown Herbarium, University of Maryland.

Reversat G., (1986).Recherches sur la survie et le métabolisme énergetique des stades infestants chez Heterodera oryzae, Meloidogyne javanica er. Hirschmanniella spinicaudata, nématodes phytoparasites de la zone intertropicale) orstom paris.

Ribéreau-Gayon, J., Peynaud, E., (1968). Les composés phénoliques des végétaux. Traité d’œnologie. Paris : Édition Dunod, 254 p.

Rimpler H., Sauerbier .H. (1986). Iridoid glucosides as taxonomic markers in the genera Lantana, Lippia, Aloysia and Phyla Biochem. Syst. Ecol., 14 (3), pp. 307–310.

Ritter M., (1959). Contribution à l’étude des nématodes phytoparasites de la Tunisie. Annales INRA Tunisie, 32: 53-78.

~ 262 ~

Références bibliographiques

Ritzinger, C.H.S.P (1997). Managing root-knot nematodes in greenhouse and microplot experiments with organic amendments. Ph.D.Dissertation. University of Florida, Gainesville, FL, U.S.A

Rivera L. L., (2006). Etude de l’extraction de métabolites secondaires de différentes matières végétales en réacteur chauffe par induction thermomagnétique directe. Thèse de doctorat, Institut National Polytechnique de Toulouse.

Rivière C., Delaunay J., Immel F., Cullin C. et Monti J. (2009). The polyphenol piceid destabilizes preformed amyloid fibrils and oligomers in vitro: hypothesis on possible molecular mechanisms. Neurochemical Research, 34(6): 1120-1128.

Rizk A. M., (1982). Constituents of plants growing in Qatar, Fitoterapia, 52 (2), 35-42.

Roger R., (1990). Principe de phtypathologie et de lutte contre les maladies résistantes aux nématodes, p. 125-185. In: Biopesticides d’origine végétale : potentialités phytosanitaires. C. Regnault-Roger et al, Editions Tec & doc, Lavoisier, Paris, 546 pp.

Roméo, V., M. Ziino, D. Giuffrida, C. Condurso et A. Verzera (2007).Flavour profile of capers(Capparis spinosaL.) from the Eolian archipelago by HS-SPME/GC-MS,n° 101-3, pp.1272-1278.

Rondelaud .D., et Mage, C., (1992). Lymnaea truncatula Muller : les conséquences d’une seule génération annuelle sur les caractéristiques de l’infestation par Fasciola hepatica L. Rev Méd. Vét., 143 : 843-846.

Rougemont A., Brunet J. (1989). Jailly. Planifier, gérer, évaluer la santé en pays tropicaux. Doin Édition. Paris. 751p.

Roy B, Tandon V. (1996). Effect of root-tuber extract of Flemingia vestita, a leguminous plant, on Ar tyfechinostomum sufrartyfex and Fasciolopsis buski: a scanning electron microscopy study. Parasitol Res;82:248-52.

S Saadi.I., (2008). Analyse des semences de fève (Vicia faba) infestées par Ditylenchus dipsaci (Nematoda :Anguinidae) et recherche d’ne méthode de lutte contre ce nématode. Thèse. Agro.Mag. ANA. El harrach .72p

Saber, A. et Balbaa, (1954). "Hyoscyamus muticus L . , in relation to its natural environmental conditions”, Proceedings, Symposium on Scientific Problems of Land Use in Arid Regions, Heliopolis, 77-110.

~ 263 ~

Références bibliographiques

Sabrina, K. (2003) ; Métabolites secondaires des planteset comportement animal : surveillance sanitaire et observations de l’alimentation de Chimpanzés en Ouganda activités biologiques et étude chimiquede plantes consommées ; Thèse de Doctorat ; France ; P46

Sahara-Nature (2009). html-link to-Euphorbia guyoniana-sahara nature. Consulté le 4/04/2009.http://www.saharanature.com/plantes./Euphorbia guyoniana.

Salah .R. (2008). Evaluation de la toxicité de deux Asteraceae du Sahara Algérienne : Launaea arboresens et Bubonium graveolens. J. Annales de l’université de Béchar. Algérie; 4:1112-6604.

Salah A.T. and Awad H.M., (1984). "Datura intoxication in Riyadh, Transactions of the Royal Society of Tropical Medicine and Hygiene, 78,. 1134-135.

Saleh, M.A., Rahman, F.H.A., Ibrahim, N.A., Taha, N.M., (1987). Isolation and structure determination of new nematicidal triglyceride from Argemone mexicana. J. Chem. col. 13, 1361–1370.

Samal KK, Panda RS, Parija BL, et al. (1995). Herbal preparation in treatment of chyluria of filarial origin. J Assoc Phys India;43:876.

Samoilys M. A. Et Carlos G., (2000). Determining methods of underwater visual census for estimating the abundance of coral reef fishes. Env. Biol. Fish., 57 : 289-304.

Sannomiya M, Fonseca VB, Da SMA, Rocha LR, Dos SLC, Hiruma-Lima CA, Souza- Brito ARM, Vilegas W (2005). Flavonoids and antiulcerogenic activity from Byrsonima crassa leaves extracts. J. Ethnopharmacol., 97: 1-6.

Sarni-Manchado, P. et Cheynier, V., (2006). Les polyphénols en agroalimentaire. Tec & Doc éditions. France.

Sathish, R., Vyawahare, B., Natarajan, K., (2011). Antiulcerogenic activity of Lantana camara leaves on gastric and duodenal ulcers in experimental rats. J. Ethnopharmacol. 134, 195–197.

Sathiyamoorthy P., Lugasi-Evgi H., Schlesinger P.,Kedar I., Gopas J.,Pollack Y.,Golan-Goldhirsh A., (1999).Pharm. Biol., 37:188-195.In Ben Saleh et al., 2002.

Satyanarayana, T., Anjana, A.M., Vijetha, P., (2008). Phytochemical and pharmaco- logical review of some indian Capparis species. Pharmacological Reviews 2, 36–45.

Savona G., Piozzi F., Rodriguez, B., Servettaz, O. (1982). Galangustin, a new flavone from Galeopsis angustifolia. Heterocycles 19(9). 1581-4.

~ 264 ~

Références bibliographiques

Sayre R .M. , Wergin W.P. , Sturhand., (1991). Comparison of the fine structure of Pasteuria sp. From Heterodera glycines with a related bacterium parasitizing Heterodera goettingiana. Nematologica, 36, 390.

Sayrer.M., Starr M.P., (1985). Pasteuria penetrans (ex Thorne 1940) nom. rev., comb. n., sp. n., a mycelia and endospore-forming bacterium parasitic in plantparasitic nematodes. Proc. Helminthol. Soc. Wash., 52, 149.

Sayrer.M., Starr M.P. , (1988). Bacterial diseases and antagonisms of nematodes. In G.O. Poinar & H.B. Jansson. Disease of Nematodes, 1, CRC Press Inc,Florida, 69-101.

Scalbert, A., Williamson,G., (2000).Dietary intake and bioavailability of polyphenols. The American Society for Nutritional Sciences. The journal of Nutrition. 130: 2073S— 2085S.

Scélo G, Constantinescu V, Csiki I, Zaridze D, Szeszenia-Dabrowska N, Rudnai P.,(2004). Occupational exposure to vinyl chloride, acrylonitrile and styrene and lung cancer risk (Europe). Cancer Causes Control .15:445–452.

Schauer, J. (1847). Verbenaceae. pp. 522-700 In: Candolle A. P. de (ed.), Podromus systematis naturalis regni vegetabilis. Paris & Leipzig.11.

Schlein, Y., R.-L Jacobson et G.-C. Müller (2001). Sandfly feeding on noxious plants: apotential method for the control of Leishmaniasis. American. Society. Tropical. Medicine.Hygiene; Am. J. Trop. Med. Hyg; 65(4) : pp. 300-303.

Scotto La Massèse C., 1961. Aperçu sur les problèmes posés par les nématodes phytoparasites en Algérie. Pp. 83-109. In: Les Nématodes, Collection Phytosanitaire. Journées d’Etudes et d’Information. C.N.R.A., Versailles (France), 10-17 nov.

Seaman, F. C. (1982). Sesquiterpene lactones as taxonomic characters in the Asteraceae. Botanical Review. 48: 121–595.

Sekkoum K., Cheriti A., Taleb S, Bourmita Y. et Belboukhari N., (2001).Traditional Phytotherapy for Urinary Diseases in Bechar District (South-West of Algeria). Electronic Journal of Environmental, Agricultural and Food Chemistry, 10 (8): 2616-2622.

Sellami S., Mezrket A.et Dahmane T. (2010). Activité nematicide de quelques huiles essentielles contre meloidogyne incognita. Nematol. medit. (2010), 38: 195-201.p195-201.

~ 265 ~

Références bibliographiques

Seridi R., Y. Hadef, L.-A. Benseghir Boukhari, A. Benabdallah et S. Boukhdir (2004). Etude phytochimique d’une Capparidacée : Capparis spinosa (le câprier) de la région de Mila, Séminaire National. 1 ère journées du Département de Pharmacie. Faculté de médecine. Université Badji Mokhtar. Annaba. R.A.D.P.

Sermsart B., Sripochang, S., Suvajeejarun, T., Kiatfuengfoo, R. (2005). The Molluscicidal activity of some Euphorbia millihybrids against the snail Indoplanorbis exustus. Southeast Asian J. Trop. Med. pub .health 36(4):192-5.

Sharaf M, El-Ansari MA, Saleh NAM. (2000). Quercetin triglycoside from Capparis spinosa. Fitoterapia; 71(1): 46-9.

Sharma, O.P., (1981). A review of the toxicity of Lantana camara (Linn) in animals. Clin. Toxicol. 18, 1077–1094.

Sharma, O.P., Singh, U.A., Sharma, S., (2000). Levels of lantadenes, bioactive pentacyclic triterpenoids, in young and mature leaves of Lantana camara var. aculeate. Fitoterapia 71, 487–491.

Shaukat, S.S., Siddiqui, I.A., Khan, G.H., Zaki, M.J., (2002). Nematicidal and allelopathic potential of Argemone mexicana, a tropical weed. Plant Soil 245, 239–247.

Shiv S. K., Lebereton P., and Bailly A., (1998). Needle flavonoid variation in coastal Douglas For population .Rev Can Bot 76(12):2076-2083.

Siddiqui M.A. & M.M. Alam, (1988). Control of parasit nematode by Tagetes tenuifolia. Rev. Nematology, 11, 23-30.

Siddiqui .Z. A., Irshad.M. (1996). Biological control of plant parasitic nematodes by fungi: A review Bioresource TechnologyVolume 58, Issue 3, December, 229–239pp.

Siddiqi, M.R. (2000). Tylenchida parasites of plants and insects. Wallingford, UK, CABI Publishing, 833 pp.

Sijmons, P.C, H.J. Atkinson, and U. Wyss. (1994). Host cell responses to plant-parasitic nematodes. Anna. Rev. Phytopathol. 32: 235-259.

Sikora R.A., (1988). Plant parasitic nematodes of wheat and barley in temperate and temperate semiarid regions, a comparative analysis. pp. 46-48. In: Nematodes Parasitic to Cereals and Legumes in Temperate Semiarid Regions (Saxena M.C., Sikora R.A. and Srivastava J.P., eds). ICARDA,Aleppo, Syria.

~ 266 ~

Références bibliographiques

Sikora.A.R. Bridge.J., Michel.L. (2005). Plant Parasitic Nematodes in Subtropical and - Tropical Agriculture., CABI Publishing is a division of CAB International., 2nd Edition., Egham, UK.,841.

Sillero. J.C., Villegas Fernández .A.M., Emeran. A.A., Flores.F.,Rubiales.,(2011). Multiple-disease resistance in Vicia faba: Multi-environment field testing foridentification of combined resistance to rust and chocolate spot ., Feild Crops Research.,Vol .124: 59- 65p.

Silva. T. M., Camara. C. A., Barbosa. T. P., Soares. A. Z., Da Cunha. L. C., Pinte. A.C., Vargas. M. D. (2005). Molluscicidal activity of synthetic lapachol amino and hydrogenated derivatives.Bioorganic and Medicinal Chemistry., vol.13, pp. 193-196.

Silva M, Lima C.C., Pinheiro M., Bezerra J., Rodrigues J.C.B., (2006): Alterações fisiológicas em Biomphalaria glabrata tratadas com extrato bruto de Solanum malacoxylon. Ciência Animal, 16(2): 61-70.

Silva T.M., Camara C.A., Agra M. De F., De Carvalho M.G., Frana M.T., Brandoline S.V., Da Silva Paschoal L. & Brazfilho R. (2006). Molluscicidal activity of Solanum species of the Northeast of Brazil on Biomphalaria glabrata. Fitoterapia,77, 449-452.

Singh K, Singh A, Singh DK. (1996). Molluscicidal activity of neem (Azadirachta indica A. Juss). J Ethnopharmacol;52: 35-40.

Singh A. and Singh V.K. (2005). Molluscicidal activity of Saraca asoca and Thuja orientalis against the fresh water snail Lymnaea acuminata. Vet. Parasitol. 164: 206-210.

Singla AK, Pathak k (1990). Phytoconstituents of Euphorbia species. Fitoterapia LXI (6): 483-516

Slack DA, Riggs RD & Hamblen ML (1972). The effect of various factors and moisture on the survival of Heterodera glycines in the absence of a host. Journal of Nematology 4, 263-266.

Sobczak M, Golinowski W (2011). Cyst nematodes and syncytia. In: Gheysen .G., Fenoll .C., Jones J.T., (eds). Genomics and molecular genetics of plant–nematode interactions. Springer, Berlin, pp 61–82.

Sommerville .R.I., Davey K.G., (2002). Diapause in parasitic nematodes: a review. Can J Zool 80:1817–1840.

~ 267 ~

Références bibliographiques

Spencer .J., Abd el Mohsen .M., Minihane .A., Mathers .J., (2008). Biomarkers of the intake of dietary polyphenols: strengths, limitations and application in nutrition research. British Journal of Nutrition.;99(01):12-22.

Spichigera, R. É., Savolainen V., Jeanmonod D., (2000). Botanique systématique des plantes à fleurs. Presses polytechniques et universitaires romandes, Lausanne.

Srivastava, S.K., Khan, M., Khanuja, S.P.S., (2005). Process for isolation of hepatoprotective agent ‘‘oleanolic acid” from Lantana camara. United State Patent. 6:884- 908.

Stocker O. (1974). Water and Photosynthesis relations of desert plants in the South Algerian Sahara: III. Annual Course and Constitutional Types; 163(6): 480–529.

Stoddard.,F.L.,Nicolas.A.H.,Rubiales.D.,Thomas.I.,Villegas-Nondez.A.M.,(2010). Integred pest magnagement in Faba ben. Feild Crops Research.,Vol .115: pp 308-318.

Stone, A. R. (1972). Heterodera pallida n. sp. (Nematoda: Heteroderidae), a second species of potato cyst nametode. Nematologica. 18: 591-606.

Stone, A.R. (1973). "Heterodera pallida." Commonwealth Institute of Helminthology Descriptions of Plant-Parasitic Nematodes, Set 2, Nos. 16-17.

Sturhan .D., Brzeski .M. W. (1991). Stem and bulb nematodes, Ditylenchus sp. Manual of Agricultural Nematology. W. R. Nickle ed. Marcel Dekker, Inc., New York: pp.426-426.

Subbotin S.A., Waeyenberge L., Molokanova I.A. et Moens M., (1999). Identification of Heterodera avenae group species by morphometrics and rDNA-RFLPs. Nematology,1: 195-207.

Subbotin, S.A., Mundo-Ocampo, M. & Baldwin, J.G.(2010). Systematics of cyst nematodes (Nematoda: Heteroderinae). Nematology Monographs and Perspectives 8A (Series Editors: Hunt, D.J. & Perry, R.N.). Leiden, The Netherlands, Brill, 351 pp.

Suleiman M.K., Bhat N.R., Abdal M.S., Jacob S., Thomas R.R., Al-Dossery S., Bellen R. (2009). Germination studies of Capparis spinosa L. Propag. Ornamental Plants, 9, pp. 35–38.

Sullivan JT, Richards SC, Lioyd HA, Krishna G (1982). Anacardic acid molluscicide in cashew nut shell liquid. Planta Med 44: 157–177.

~ 268 ~

Références bibliographiques

T Tahraoui, A., El-Hilaly, J., Israili, Z.H., Lyoussi, B., (2007). Ethnopharmacological survey of plants used in the traditional treatment of hypertension and diabetes in south- eastern Morocco (Errachidia province). Journal of Ethnopharmacology 110, 105–117.

Taylor A.L. (1968) Introduction à la recherche sur les nématodes phytoparasites. Manuel FAO pour l’étude des nématodes phytoparasites et les moyens de lutte. Rome, 135p.

Tchuem T. (2006). La lutte contre la schistosomiase : un défi et perspectives pour le XXI ème siècle. Bulletin de la Société de Pathologie Exotique, 99: 372-376.

Thompson J.P., Brennan P.S., Clewett T.G., Sheedy J.G. and Seymour N.P. (1999). Progress in breeding wheat for tolerance and resistance to root-lesion nematode (Pratylenchus thornei.). Australasian Plant Pathologv (1999) 28: 45-52.

Tlili N., Khalidi A., Triki S., (2010). Munne-Bosch Phenolic compounds and vitamin antioxidants of Caper (Capparis spinosa). Plant Foods Hum. Nutr., 65, pp. 260–265.

Tlili N., Elfalleh W., Saadaoui E., Khaldi A., Triki S., Nasri N., (2011). The caper (Capparis L.): Ethnopharmacology, phytochemical and pharmacological properties Fitoterapia, 82, pp. 93–1010.

Tonneson, L. (2007). Red River Valley faces SNC threat. The Farmer July 2007, 4.

Treyvaud V, Marston A, Dyatmiko W And Hostettmann K. (2000). Molluscicidal saponins from Phytolacca icosandra. Phytochemistry 55: 603-609.

Tripathi S. M., Singh D. K., et al. (2000). Molluscicidal activity of Punica granatum bark and Canna indica Linn. root. Brazilian journal of medical and biological research.. Vol. 33. N°11. Pages 1351-1355.

Tsao R. et J. R. Coats, S (1995). Tarting from nature to make better insecticides. Chemtech., 25, 23-28.

Tsimogiannins, D.I., Oreopoulou, V. (2006). The contribution of flavonoid C-ring on DPPH free radical scavenging efficiency. A kinetic approach for the 3’, 4’-hydroxy substituted members. Innovat Food Sci Emerg Tech, 7: 140-146.

Turner, B. L. (1977). Fossil history and geography. In: The Biology and Chemistry of the Compositae, Academic Press, New York. (ed. V. H. Heywood, J. B.Harborne & B. L. Turner), pp. 21 - 39.

~ 269 ~

Références bibliographiques

U

Udalova, Zh.V., Zinov'eva, S.V., Vasil'eva, I.S., Paseshnichenko, V.A., (2004). Correlation between the structure of plant steroids and their effects on phytoparasitic nematodes. Appl. Biochem. Microbiol. 40, 93–97.

Uhlenbroek, J. H., and Bijloo, J. D., (1958). Investigations on nematicides. Isolation and structure of a nematicidal principle occurring in Tagetes roots. Recl. Trav. Chim. Pays Bas. 77:1004-1008.

V

Van Gundy, S. D. (1965). Factor in survival of nematodes. Annu. Rev. Phytopathol. 3, 43- 68.

Vassal J., (1993) .Un exemple de biodiversité : le genre Acacia subgen.heterophyllum.Acte de colloque international de Phytogéographie tropicale. Paris : 365-377.

Venugopala KN, Rashmi V, Odhav B. (2013). Review on Natural Coumarin Lead Compounds for Their Pharmacological Activity. BioMed Research International. 213:1- 14.

Viard F, Doums C, Jarne P, (1997). Selfing sexual polymorphism and microsatellites in the hermaphroditic freshwater snail Bulinus truncatus. Proceedings of the Royal Society of London B. 264: 39-44.

Vovals . N., Troccoli.A., Palomares-Rius. J., De Luca.F.,Liebanas. ., Landab. B.B.,S. A. Subbotin.S.A.,Castillo.P. (2011). Ditylenchus gigas n. sp. arasitizing broad bean: a new stem nematode singled out from the Ditylenchus dipsaci species complex using a polyphasic approach with molecular phylogeny., Plant Pathology.pp.1-14.

W

Wagstaff S. J., Olmstead R. G.. (1997). Phylogeny of the Labiatae and Verbenaceae inferred from rbc L sequences. Systematic Botany .22: 165–179.

Wang GX. (2010). In vivo anthelmintic activity of five alkaloids from Macleaya microcarpa (Maxim) Fedde against Dactylogyrus intermedius in Carassius auratus. Veterinary Parasitology; 171: 305–313.

~ 270 ~

Références bibliographiques

Warwick, S.I. and Anderson, J.K. (1993). Guide to the wild germplasm of Brassica and allied crops. Part II. Chromosome numbers in the Tribe Brassiceae (Cruciferae). Agriculture Canada Research Branch, Technical Bulletin 1993-15E, Ottawa, Canada. 22 pp.

Watanabe, M. (2006). Anhydrobiosis in invertebrates. Appl. Entomol. Zool. 41,15–31.

Watson, L., Et Dallwitz M. J., (1992). The families of flowering plants: descriptions, illustrations, identification, and information retrieval. Website://biodiversity.uno.edu/delta/ [accessed 2014; 25 April].

Webster, G.L., (1987).The saga of the spurge: a review of classification and relationships in the Euphorbiales. Botanical Journal of Linnean Society, P: 94, 3-44.

Wei F.H., Xu X.J., Liu J.B., Dai Y.H., Dussart G. & Trigwell J. (2002). Toxicology of a potential molluscicide derived from the plant Solanum xanthocarpum: a preliminary study. Annals of Tropical Medicine and Parasitology, 96, 325-331.

Whitehead, A. G. (1998). Plant nematode Control, 2nd edition. CAB International Publishing, Oxon, UK. 384pp.

WHO (2013). Schistosomiasis: progress report 2001, strategic plan 2012-2020. Geneva, Switzerland: World Health Organization Press.

Williamson VM, Hussey RS (1996). Nematode pathogenesis and resistance in plants. Plant Cell; 8:1735-1745.

Wollenweber H.W., (1923). Krankheiten und BeschSdigungen der Kartoffel. Arb. Forsch. Inst. Kartof. Berlin, Heft 7, 1-56.

Wouts W.M. & Baldwin J.G. (1998), Taxonomy and identification. In: Sharma S.B. (Ed.), The Cyst Nematodes, Kluwer Academic Publishers, Dordecht, pp 83-122.

Wouts W.M. et Sturhan D., (1995). Heterodera aucklandica sp. n. (Nematoda: Heteroderidae) from a New Zealand native grass, with notes on the species of the H. avenae group. New Zealand Journal of Zoology, 22: 199-207.

Wright D.J., Perry R.N., (2006). Reproduction physiology and biochemistry. In: Plant Nematology. CABI publishing, Wallingford, UK : 187-209.

~ 271 ~

Références bibliographiques

Y Yang T, Liu YQ, Wang CH, Wang ZT. (2008). Advances on investigation of chemical constituents, pharmacological activities and clinical applications of Capparis spinosa. China J Chin Mater Med.; 33(21): 2453-8.

Yao, J.K., Leonard, S., Reddy, R.D., (2004). Increased nitric oxide radicals in postmortem brain from patients with schizophrenia. Schizophr. Bull., 30(4):923-934.

Yen, J.H., Niblack, T.L. & Wiebold, W.J. (1995). Dormancy of Heterodera glycines in Missouri. Journal of Nematology 27, 153-163. Z Zheng L., Zhao T., Sun L., (2013).Research progress of the pharmacological action and pharmacokinetics of coumarins. Shizhen Guoyi Guoyao. 24(3):714-7.

Zhen-Huan L., Shoji Y., Toshihiro N., Tai-Bao S., Jin-Zhe X. (1998).Phytochemistry, Vol. 41 (4), 1187-1189,.

Zhou X.N., Xu J., Chen H.G., Wang T.P., Huang X.B., Lin D., Wang Q.Z., Tang L., Guo J.G.,Wu X.H., Feng T., Chen J.X., Guo J., Peeling R.W., (2011). Tools to support policy decisions related to treatment strategies and surveillance of Schistosomiasis japonica towards elimination. Neglected Tropical Disease, 5: 1408.

Ziyyat, A., Legssyer, A., Mekhfi, H., Dassouli, A., Serhrouchni, M., Benjelloun, W., (1997). Phytotherapy of hypertension and diabetes in oriental Morocco. Journal of Ethnopharmacology 58, 45_/54.

~ 272 ~

ANNEXES

Annexes

Tableau 01: Résultats de l’activité nématicide des extraits aqueux (par macération et à reflux) de quelques plantes de la famille des astéracées exprimés en concentration léthale (µg / ml) à 50 % de mortalité accumulée sur les nématodes à kyste Globodera et Heterodera :

Période plantes Types de Globodera Heterodera d'expo fractionnement Régression R2 LC50 Régression R2 LC50 sition (µg/ml) (µg/ml) Hexane Y=4,673x -7,215 0,430 80,82 Y=0 #N/A / DCM Y=0 #N/A / Y=4,673x -7,215 0,430 80,82 Ether de pétrole Y=8,026x -11,94 0,771 50,04 Y=0 #N/A / Anvillea Ether Y=0 #N/A / Y=0 #N/A / radiata Diéthylique Acétate d’éthyl Y=8,367x -12,46 0,776 49,23 Y=7,115x -9,551 0,915 38,12 e n-butanol Y=7,383x -10,94 0,754 51,51 Y=4,673x -7,673 0,430 80,82 Hexane Y=0 #N/A / Y=4,216x -6,511 0,430 88,58 DCM Y=4,216x -6,511 0,430 88,58 Y=0 #N/A / 24 Bubonium Ether de pétrole Y=0 #N/A / Y=0 #N/A / graveolens Ether Y=4,673x -7,215 0,430 80,82 Y=0 #N/A / Diéthylique Acétate d’éthyle Y=4,673x -7,215 0,430 80,82 Y=4,216x -6,511 0,430 88,58 n-butanol Y=5,226x -8,069 0,430 73,97 Y=6,839x -10,15 0,760 54,02 Launaea Hexane Y=4,216x -6,511 0,430 88,58 Y=0 #N/A / arborescens DCM Y=0 #N/A / Y=5,226x -8,069 0,430 73,97 Ether de pétrole Y=4,216x -6,511 0,430 88,58 Y=0 #N/A / Ether Y=0 #N/A / Y=7,626x -11,32 0,762 50,95 Diéthylique Acétate d’éthyl Y=8,690x -12,87 0,747 47,48 Y=0 #N/A / e n-butanol Y=0 #N/A / Y=7,509x -10,00 0,886 36,14 Hexane Y=0 #N/A / Y=0 #N/A / Launaea Ether de pétrol Y=0 #N/A / Y=0 #N/A / nudicaulis Ether diethyle Y=0 #N/A / Y=0 #N/A / DCM Y=4,216x -6,511 0,430 88,58 Y=5,226x -8,068 0,430 73,97 Acétate d’ Y=0 #N/A / Y=7,626x -11,32 0,762 50,95 éthyle n-butanol Y=4,673x – 7,215 0,430 80,82 Y=0 #N/A / Warionia Ether Y=4,673x -7,215 0,430 80,82 Y=6,839x -10,15 0,760 54,02 saharae diéthylique DCM Y=4,216x -6,511 0,430 88,58 Y=6,845x -10,25 0,790 56,66 Chloroforme Y=4,216x -6,511 0,430 88,58 Y=4,673x -7,215 0,430 80,82 Acétate d’ Y=4,673x -7,215 0,430 80,82 Y=5,226x -8,069 0,430 73,97 éthyle n-Butanol Y=7,321x -9,710 0,869 36,17 Y=7,383x -10,94 0,754 51,51 Hexane Y=7,626x -11,32 0,762 50,95 Y=0 #N/A / DCM Y=0 #N/A / Y=5,226x -8,069 0,430 73,97 Anvillea Ether de pétrole Y=7,958x -10,67 0,914 35,83 Y=0 #N/A / radiata Ether Y=0 #N/A / Y=0 #N/A / Diéthylique Acétate d’éthyle Y=8,969x -13,34 0,771 47,50 Y=1,425x +1,720 0,948 0,96 n-butanol Y=8,651x -12,85 0,765 48,05 Y=7,838x -11,65 0,767 50,47 Hexane Y=0 #N/A / Y=4,673x -7,215 0,430 80,82 DCM Y=6,839x -10,15 0,760 54,02 Y=0 #N/A / Bubonium Ether de pétrole Y=0 #N/A / Y=0 #N/A / 48 graveolens Ether Y=8,690x -12,87 0,747 47,48 Y=0 #N/A / Diéthylique Acétate d’éthyle Y=8,485x -12,59 0,761 48,30 Y=6,839x -10,15 0,760 54,02 n-butanol Y=8,593x -12,74 0,754 47,89 Y=7,626x -11,32 0,762 50,95 Launaea Hexane Y=4,673x -7,215 0,430 80,82 Y=0 #N/A / arborescens DCM Y=0 #N/A / Y=8,026x -11,94 0,771 50,04 Ether de pétrole Y=4,673x -7,215 0,430 80,82 Y=0 #N/A / Ether Y=0 #N/A / Y=7,684x -10,27 0,901 36,11 Diéthylique ~ 274 ~

Annexes

Acétate d’éthyle Y=8,390x -11,28 0,921 35,23 Y=0 #N/A / n-butanol Y=0 #N/A / Y=1,688x +1,332 0,992 1,64 Launaea Hexane Y=0 #N/A / Y=0 #N/A / nudicaulis Ether de pétrole Y=0 #N/A / Y=0 #N/A / Ether diéthyle Y=0 #N/A / Y=0 #N/A / DCM Y=4,673x -7,215 0,430 80,82 Y=5,625x -8,686 0,430 70,18 Acétate d’éthyle Y=0 #N/A / Y=7,509x -10,00 0,886 36,14 n-butanol Y=8,310x -12,32 0,755 48,64 Y=0 #N/A / Warionia Ether Y=7,626x -11,32 0,762 50,95 Y=7,785x -11,54 0,750 50,18 saharae diéthylique DCM Y=7,626x-11,32 0,762 50,95 Y=7,321x -9,710 0,869 36,17 Chloroforme Y=4,673x -7,215 0,430 80,82 Y=7,626x -11,32 0,762 50,95 Acétate d’ Y=7,626x -11,32 0,762 50,95 Y=8,310x -12,32 0,755 48,64 éthyle n-Butanol Y=7,523x -9,873 0,824 34,53 Y=7,509x -10,00 0,886 36,14 Hexane Y=8,122x -12,03 0,749 49,01 Y=0 #N/A / DCM Y=0 #N/A / Y=8,310x -12,32 0,755 48,64 Anvillea Ether de pétrole Y=2,006x +0,841 0,941 2,67 Y=0 #N/A / radiata Ether Y=0 #N/A / Y=0 #N/A / Diéthylique Acétate d’éthyl Y=9,607x -13,16 0,977 35,21 Y=1,340x +2,294 0,983 0,35 e n-butanol Y=8,453x -11,25 0,886 34,03 Y=7,850x -10,52 0,912 36,02 Hexane Y=0 #N/A / Y=7,626x -11,32 0,762 50,95 DCM Y=7,838x -11,65 0,767 50,47 Y=0 #N/A / Bubonium Ether de pétrol Y=0 #N/A / Y=0 #N/A / graveolens Ether Y=8,390x -11,28 0,921 35,23 Y=0 #N/A / Diéthylique

Acétate d’éthyl Y=5,548x -11,53 0,932 35,28 Y=6,984x -9,214 0,847 36,52 e 72 n-butanol Y=8,453x -11,25 0,886 34,03 Y=7,509x -10,00 0,886 36,14 Hexane Y=7,626x -11,32 0,762 50,95 Y=0 #N/A / DCM Y=0 #N/A / Y=7,958x -10,67 0,914 35,83 Launaea Ether de pétrole Y=7,626x -11,32 0,762 50,95 Y=0 #N/A / arborescens Ether Y=0 #N/A / Y=1,750x +1,217 0,914 1,88 Diéthylique Acétate d’éthyl Y=2,263x +0,493 0,949 3,41 Y=0 #N/A / e n-butanol Y=0 #N/A / Y=1,086x +2,743 0,906 0,10 Hexane Y=0 #N/A / Y=0 #N/A / Launaea Ether de pétrole Y=0 #N/A / Y=0 #N/A / nudicaulis Ether diethyle Y=0 #N/A / Y=0 #N/A / DCM Y=7,626x -11,32 0,762 50,95 Y=8,651x -12,85 0,765 48,05 Acétate d’ Y=0 #N/A / Y=7,961x -10,53 0,858 34,36 éthyle n-butanol Y=8,856x -13,13 0,753 47,25 Y=0 #N/A / Warionia Ether Y=7,850x -10,52 0,912 36,02 Y=1,777x +1,211 0,982 1,88 saharae diéthylique DCM Y=8,055x -10,80 0,913 35,62 Y=1,847x +1,086 0,970 2,14 Chloroforme Y=7,383x -10,94 0,754 51,51 Y=7,996x -11,86 0,758 49,62 Acétate d’éthyle Y=7,509x -10,00 0,886 36,14 Y=8,856x -13,13 0,753 47,25 n-Butanol Y=1,651x +1,437 0,980 1,44 Y=8,279x -11,02 0,884 34,37 Hexane Y=8,215x -11,05 0,925 35,63 Y=0 #N/A / Anvillea DCM Y=0 #N/A / Y=8,055x -10,80 0,913 35,62 radiata Ether de pétrole Y=1,850x +1,674 0,930 1,031 Y=0 #N/A / Ether Y=0 #N/A / Y=0 #N/A / Diéthylique Acétate d’éthyle Y=3,195x -0,396 0,909 4,52 Y=1,276x +2,875 0,878 0,11 n-butanol Y=2,696x +0.299 0,962 3,30 Y=2,462x +0,218 0,977 3,99 Hexane Y=0 #N/A / Y=8,055x -10,80 0,913 35,62 DCM Y=7,958x -10,67 0,914 35,83 Y=0 #N/A / Bubonium Ether de pétrole Y=0 #N/A / Y=0 #N/A /

graveolens Ether Y=3,044x -0,755 0,867 6,39 Y=0 #N/A /

Diéthylique ~ 275 ~

Annexes

Acétate d’éthyl Y=3,334x -1,052 0,949 6,68 Y=1,524x +1,489 0,882 1,37 e 96 n-butanol Y=2,593x +0.09 0,997 4,17 Y=1,688x +1,332 0,992 1,64 Launaea Hexane Y=7,509x -10,00 0,886 36,14 Y=0 #N/A / arborescens DCM Y=0 #N/A / Y=2,095x +0.72 0,969 2,93 Ether de pétrole Y=8,419x -12,47 0,748 48,19 Y=0 #N/A / Ether Y=0 #N/A / Y=1,688x +1,716 0,903 0,97 Diéthylique Acétate d’éthyle Y=1,883x +1,400 0,876 1,44 Y=0 #N/A / n-butanol Y=0 #N/A / Y=1,597x +1,152 0,873 0,52 Launaea Hexane Y=0 #N/A / Y=0 #N/A / nudicaulis Ether de pétrole Y=0 #N/A / Y=0 #N/A / Ether diéthyle Y=0 #N/A / Y=0 #N/A / DCM Y=8,310x -12,32 0,755 48,64 Y=2,006x +0,841 0,941 2,67 Acétate d’éthyle Y=0 #N/A / Y=2,112x +0,803 0,989 2,65 n-butanol Y=8,548x -11,53 0,932 35,28 Y=0 #N/A / Ether Y=1,909x +0,973 0,877 2,40 Y=1,486x +2,141 0,866 0,50 Warionia diéthylique saharae DCM y = 2,499x +0,113 0,944 4,31 Y=1,827x +1,615 0,794 1,11 Chloroforme Y=8,122x -12,03 0,749 49,01 Y=8,759x -12,99 0,759 47,53 Acétate d’éthyle Y=2,006x +0,841 0,941 2,67 Y=8,548x -11,53 0,932 35,28 n-Butanol y=2,162x +1,055 0,948 1,98 Y=2,462x +0,218 0,977 3,99 Contrôle Solution Y=0 #N/A / Y=0 #N/A / négatif aqueuse Contrôle Niclosamine Y=3,526x+0,945 0.991 11.6 Y=3,526x+0,945 0.991 11.6 positif Contrôle DMSO à 1% Y=0 #N/A / Y=0 #N/A /

~ 276 ~

Annexes

Tableau 02: Résultats de l’activité nématicide des fractions organiques de quelques plantes d’astéracées vis-à-vis aux nématodes à kyste Globodera et Heterodera : (LC50, μg/mL) : Période Plantes types Globodera Heterodera d’expos étudiées d’extraction ition Régression (R2) LC50 Régression R2 LC50 (µg/ml) (µg/ml) Anvillea Macération Y=0 #N/A / Y=7,994x -18,73 0,921 359,366 radiata Reflux Y=7,374x -18.30 0,754 515,338 Y=7,618x -18,92 0,763 508,876 Bubonium Macération Y=4,665x -11,86 0,430 806,364 Y=4,665x -11,86 0,430 806,364 24 graveolens Reflux Y=7,618x -18,92 0,763 508,876 Y=0 #N/A / Launaea Macération Y=4,665x -11,86 0,430 806,364 Y=5,217x -13,26 0,430 736,802 arborescens Reflux Y=4,209x -10,70 0,430 882,720 Y=0 #N/A / Launaea Macération Y=0 #N/A / Y=0 #N/A / nudicaulis Reflux Y=0 #N/A / Y=0 #N/A / Warionia Macération Y=8,519x -19,85 0,885 338,468 Y=8,194x -19,06 0,873 341,535 saharae reflux Y=7,618x -18,92 0,763 508,876 Y=7,494x -17,46 0,886 360,225 Anvillea Macération Y=0 #N/A / Y=8,796x -20,63 0,929 345,570 radiata reflux Y=7,987x -19,83 0,759 496,022 Y=8,301x -20,60 0,757 485,622 Bubonium Macération Y=7,383x -18.37 0,775 522,718 Y=7,140x- 17,75 0,770 529,596 48 graveolens reflux Y=8,641x -21,47 0,766 480,046 Y=7,375x -18,30 0,755 514,902 Launaea Macération Y=7,374x -18,30 0,754 515,338 Y=8,014x -19.93 0,772 499,917 arborescens reflux Y=6,831x -16,96 0,761 538,906 Y=4,665x -11,86 0,730 806,364 Launaea Macération Y=4,665x -11,86 0,430 806,364 Y= 4,665x -11,86 0,430 806,364 nudicaulis reflux Y=0 #N/A / Y=0 #N/A / Warionia Macération Y=8,849x -20,58 0,873 329,368 Y=8,767x -20.39 0,872 330,794 saharae reflux Y=8,175x -20,31 0,764 492,298 Y=8,034x -18,65 0,858 341,080 Anvillea Macération Y=8,301x -20,60 0,756 485,622 Y=9,609x -22,58 0,938 336,271 radiata reflux Y=8,584x -21,30 0,755 477,841 Y=9,253x -22,97 0,757 463,501 Bubonium Macération Y=7,874x -18,39 0,900 355,880 Y=8,641x -21,47 0,766 480,046 72 graveolens reflux Y=8,357x -19,62 0,934 355,657 Y=7,494x -17,46 0,886 360,225 Launaea Macération Y=7,987x -19,83 0,759 496,022 Y=9,441x -23,50 0,777 446,766 arborescens A reflux Y=8,112x -20,12 0,750 489,457 Y=7,618x -18,92 0,763 508,876 Launaea Macération Y=7,127x -17,72 0,771 530,523 Y=4,974x -12,65 0,430 766,999 nudicaulis reflux Y=0 #N/A / Y=5,669x -14,41 0,430 694,367 Warionia Macération Y=9,293x -21,60 0,869 321,479 Y=9,293x -21,60 0,869 321,479 saharae reflux Y=8,641x -21,47 0,766 480,046 Y=8,338x -19,27 0,826 327,241 Anvillea Macération Y=7,306x -16,98 0,869 360,297 Y=10,45x -24,77 0,938 324,554 radiata A reflux Y=8,199x -19,22 0,924 355,963 Y=9,19x -21,70 0,965 351,668 Bubonium Macération Y=8,321x -19.42 0,895 345,169 Y=6,890x -16,08 0,899 380,541 96 graveolens reflux Y=2,835x -3,238 0,900 55,136 Y=8,194x -19,06 0,873 341,535 Launaea Macération Y=7,494x -17,46 0,886 360,225 Y=10,39x -25,86 0,774 449,212 arborescens reflux Y=2,551x -2,890 0,926 62,934 Y=7,618x -18,92 0,763 508,876 Launaea Macération Y=7,618x -18,92 0,763 508,876 Y=8,017x -19,93 0,772 498,756 nudicaulis reflux Y=4,665x -11,86 0,430 806,364 Y=8,749x -21,72 0,760 475,072 Warionia Macération Y=10,46x -24,45 0,906 316,156 Y=10,36x -24.22 0,904 317,563 saharae reflux Y=8,262x -19,25 0,883 343,226 Y=8,762x -20.25 0,823 319,902 controle VETACUR Solution Y=5,525x - 0,914 101,595 Y=5,525x -9,389 0,914 101,595 positive aqueuse 9,389 Contrôl Eau distillée Y=0 #N/A / Y=0 #N/A / e stérile Negativ e

~ 277 ~

Annexes

Tableau 03: Résultats de l’activité nématicide des extraits aqueux (par macération et à reflux) de quelques plantes de la famille des Caryophyllacées, Chenopodiacées, Euphorbiacées et Verbenacées exprimés en concentration léthale (µg / ml) à 50 % de mortalité acumulée sur les nématodes à kyste Globodera et Heterodera : Périod Plantes types Globodera Heterodera

e étudiées d’extraction 2 2 d’expo Régression (R ) LC50 Régression R LC50 sition (µg/ml) (µg/ml) Gymnocarpo Macération Y=4,974x -12,65 0,430 766,99 Y=4,665x -11,86 0,430 806,364 s decander Reflux Y=7,374x -18,30 0,754 515,338 Y=4,974x -12,65 0,430 766,999 Haloxylon Macération Y=7,618x -18,92 0,763 508,876 Y=5,217x -13,26 0,430 736,802 24 articulatum Reflux Y=5,217x -13,26 0,430 736,802 Y=0 #N/A / Euphorbia Macération Y=5,217x -13,26 0,430 736,802 Y=4,665x -11,86 0,430 806,364 retusa Reflux Y=7,618x -18,92 0,763 508,876 Y=0 #N/A / Euphorbia Macération Y=5,217x -13,26 0,430 736,802 Y=5,616x -14,28 0,430 700,285 guyoniana Reflux Y=4,665x -11,86 0,430 806,364 Y=4,665x -11,86 0,430 806,364 Lantana Macération Y=4,665x -11,86 0,430 806,364 Y=5,217x -13,26 0,430 736,802 camara Reflux Y=5,217x -13,26 0,430 736,802 Y=5,217x -13,26 0,430 736,802 Gymnocarpo Macération Y=8,350x -20,75 0,768 488,089 Y=4,974x -12,65 0,430 766,999 s decander Reflux Y=7,987x -19,83 0,759 496,022 Y=7,987x -19,83 0,759 496,022 Haloxylon Macération Y=8,641x -21,47 0,766 480,046 Y=7,924x -19,65 0,742 494,556 48 articulatum Reflux Y=7,494x -17,46 0,886 360,225 Y=7,618x -18,92 0,763 508,876 Euphorbia Macération Y=5,956x -15,14 0,430 671,781 Y=5,217x -13 ,26 0,430 736,802 retusa Reflux Y=8,112x -20,12 0,750 489,457 Y=7,618x -18,92 0,763 508,876 Euphorbia Macération Y=5,616x -14,28 0,430 700,285 Y=5,956x -15,14 0,430 671,781 guyoniana Reflux Y=5,217x -13,26 0,430 736,802 Y=5,217x -13,26 0,430 736,802 Lantana Macération Y=8,301x -20,60 0,756 485,622 Y=5,616x -14,28 0,430 700,285 camara Reflux Y=5,428x -13,80 0,430 716,760 Y=8,017x -19,93 0,772 498,756 Gymnocarpo Macération Y=8,301x -20,60 0,756 485,622 Y=5,616x -14,28 0,430 700,258 s decander Reflux Y=8,584x -21,30 0,755 477,841 Y=8,584x -21,30 0,755 477,841 Haloxylon Macération Y=8,262x -19,25 0,883 343,226 Y=8,040x -18,81 0,913 355,522 72 articulatum Reflux Y=1,685x -0,346 0,992 16,354 Y=7,494x -17,46 0,886 360,225 Euphorbia Maceration Y=8,958x -22,28 0,772 475,140 Y=5,616x -14,28 0,430 700,258 retusa Reflux Y=8,749x -21,72 0,760 475,072 Y=8,641x -21,47 0,766 480,046 Euphorbia Macération Y=6,274x -15,95 0,430 650,179 Y=6,274x -15,95 0,430 650,179 guyoniana Reflux Y=5,956x -15,14 0,430 671,781 Y=5,616x -14,28 0,430 700,258 Lantana Macération Y=8,846x -21,95 0,753 471,420 Y=6,274x -15,95 0,430 650,179 camara Reflux Y=5,616x -14,28 0,430 700,258 Y=8,641x -21,47 0,776 480,046 Gymnocarpo Macération Y=7,306x -16,98 0,869 360,297 Y=5,956x-15,14 0,430 671,781 s decander Reflux Y=8,199x -19,22 0,924 355,963 Y =8,199x -19,22 0,924 355,963 Haloxylon Macération Y=1,789x -0.119 0,996 10,379 Y=2,177x -1,566 0,969 31,60 96 articulatum Reflux Y=1,367x +0,843 0,978 4,228 Y=1,848x -0,348 0,950 12,813 Euphorbia Macération Y=8,469x -19,94 0,942 358,987 Y=5,956x -15,14 0,430 671,781 retusa Reflux Y=9,339x -23,17 0,752 460,167 Y=9,164x -22,76 0,763 466,689 Euphorbia Macération Y=6,591x -16,76 0,430 631,877 Y=6,591x -16,76 0,430 631,877 guyoniana Reflux Y=6,274x -15,95 0,430 650,179 Y=5,956x -15,14 0,430 671,781 Lantana Macération Y=9,819x -24,36 0,752 450,747 Y=6,591x -16,76 0,430 631,877 camara Reflux Y=8,641x -21,47 0,766 480,046 Y=9,164x -22,76 0,763 466,689 Contro VETACUR Solution Y=5,525x -9,389 0,914 101,595 Y=5,525x -9,389 0,914 101,595 le aqueuse positiv e Contro Eau distillée Y=0 #N/A / Y=0 #N/A / Y=0 le stérile négativ e

~ 278 ~

Annexes

Tableau 4 : Résultats de calcul des rendements des extraits aqueux (par macération et à reflux) :

plantes Extrait macérât Extrait à reflux

Acacia radianna 12.11% 23.18%

Anvillea radiata 27.99% 08.08%

Bubonium graveolens 09.92% 11.41%

Calotropis procera 10.69% 08.81%

Capparis spinosa 10.36% 11.7%

Cotula cinerae 08.32% 27.96%

Datura stramonium 16.33% 17.23%

Euphorbia guyoniana 07.33% 28.28%

Euphorbia cornuta 16.55% 23.13%

Gymnocarpus decander 33.56 % 19.98%

Haloxylon scoparium 23% 17.81%

Hyoscyamus muticus 19.71% 14.21%

Lantana camara 7.28% 13.13%

Launeae arborescens 10.08% 16.14%

Launeae nudicaulis 24.79% 06.32%

Limoniatrum feii (feuilles) 32.34 % 29.11%

Limoniatrum feii (Rameaux) 01.79% 06.84%

Limoniatrum feii (Tige) 11.10 % 12.10%

Moricandia arvensis 34.49 % 28.50%

Pergularia tomentosa 06.89% 06.30%

Warionea saharae 40.61 % 29.13%

Zilla macroptera 13.49% 24.82 %

Zizyphus lotus 32.25% 20.75%

~ 279 ~

Annexes

Tableau 5 : Résultats de calcul des rendements des fractions organiques de différentes plantes étudiées. fraction HEX EP ED DCM CHL AET BUT

plantes

Acacia radianna / / 0.23% 0.004% / 0.141% 1%

Anvillea radiata 0.16% 0.067% 1.14% 1.41% / 0.326% 0.235%

Bubonium graveolens 0.27% 0.032% 0.66% 4% / 0.71% 0.567%

Calotropis procera 0.12% 0.005% 0.81% 0.98% / 0.61% 0.497%

Capparis spinosa 0.28% / 0.41% 0.041% 0.20% 0.129% 0.862%

Cotula cinerae 0.22% 0.018% 0.80% / / 0.62% 1.98%

Datura stramonium 0.105% 0.063% 0.053% 0.39% 0.14% 0.069% 1.47%

Euphorbia guyoniana 0.39% 0.131% 0.29% 0.159% 0.215% 0.122% 0.73%

Euphorbia cornuta 0.153% / 0.219% 0.028% / 0.08% 0.528%

Gymnocarpus decander / / 0.11% 0.02% / 0.023% 0.65%

Haloxylon scoparium 0.083% 0.019% / 0.019% 0.003% 0.028% 1.78%

Hyoscyamus muticus / / 0.217% 0.071% / 0.071% 1.4%

Lantana camara 0.47% 0.021% 0.062% 0.008% 0.093% 0.22% 0.70%

Launeae arborescens 0.32% 0.012% 0.058% / / 0.28% 0.83%

Launeae nudicaulis 0.114% 0.015% 0.066% 0.038% / 0.17% 0.50%

Limoniatrum feii (feuilles) 0.141% / 0.011% 0.022% 0.153% 0.129% 0.685%

Limoniatrum feii / / 0.018% 0.012% / / 0.09% (Rameaux)

Limoniatrum feii (Tige) / / 0.062% 0.481% / 0.14% 0.512%

Moricandia arvensis 0.087% / / 0.054% 0.114% 0.07% 2.66%

Pergularia tomentosa 0.523% 0.829% 0.033% 0.065% 0.134% 0.032% 1.55%

Warionea saharae / / 0.746% 0.22% 0.21% 0.415% 1.120%

Zilla macroptera 0.416% 0.169% 0.0156% 0.028% / 0.029% 0.24%

Zizyphus lotus 0.759% 0.842% 2.38% 0.455% 0.016% 0.087% 1.31%

HEX : hexane, EP : éther de pétrole, ED : éther diéthylique, DCM : Dichlorométhane, CHL : Chloroforme, AET : acétate d’éthyle, BUT : Butanol.

~ 280 ~

Annexes

J. Bio. & Env. Sci. 2015

Journal of Biodiversity and Environmental Sciences (JBES) ISSN: 2220-6663 (Print) 2222-3045 (Online) Vol. 7, No. 6, p. 242-248, 2015 http://www.innspub.net

RESEARCH PAPER OPEN ACCESS

Molluscicidal activity of the Saharian medicinal plants Limoniastrum feei and Launaea nudicaulis against the fresh water snail Lymnaea stagnalis

Lineda Dahane Rouissat1,3, Abdelkrim Cheriti1*, Abbderazak Marouf2, H. Reddy

Kandappa4 , Govender Patrick4

1Phytochemistry & Organic Synthesis Laboratory, Tahri M. University, Bechar, 08000, Algeria

2Department of Biology, Salhi A. University Center, Naama, 45000, Algeria

3SNV Faculty, Benbela A. University, Oran1, 31000, Algeria

4Dept. of Biochemistry, School of Life Sciences, Westville, University of Kwazulu-Natal, Durban, South Africa

Article published on December 29, 2015

Key words: Limoniastrum feei, Launaea nudicaulis, Molluscicidal activity, Lymnaea stagnalis, Parasitic trematodes.

Abstract In South Algeria, some of the plant species investigated in the present study is used in popular medicine to treat different diseases. In this paper, we present the screening of two species medicinal plants against Lymnaea stagnalis snails to finding molluscicidal plant extracts. A preliminary screen to detect extracts with molluscicidal activity was run using a simple bioassay according to WHO recommended the methodology. The molluscicidal activity of aqueous extract of Launaea nudicaulis and Limoniastrum feei against the snail Lymnaea stagnalis was studied. The molluscicidal activity of all the plant products was found to be both time and concentration dependent. The 72 h LC50 of Limoniastrum feei stem against L. stagnalis was 26,8 µg/ml, extraction by maceration were more toxic than Launaea nudicaulis by reflux extraction, that was 37,27 µg/ml. The 48 h

LC50 of Limoniastrum feei stem and Launaea nudicaulis was 34,39 and 75,51 µg/ml, respectively. Thus, the highest molluscicidal activity, followed by Limoniastrum feei stem, whole Launaea nudicaulis (aerial part) and Limoniastrum feei leaves against Lymnaea stagnalis.

This preliminary study on the screening and biological evaluation of Saharan medicinal plants could offer possible alternative for sustainable and affordable use.

 *Corresponding Author: Abdelkrim Cheriti Karimcheriti @ yahoo.com

242 | Rouissat et al.

~ 281 ~

Annexes

J. Bio. & Env. Sci. 2015

Introduction Limoniastrum feei (Plumbagenaceae) leaves, stem

Many of freshwater snails are involved in parasitic and twig against the snail Lymnaea stagnalis. trematodes cycle and parasitic diseases as intermediate host ( Żbikowska, 2011) Lymnaea Materials and methods stagnalis is snail is an obligatory first intermediate Collection of snails

(primary) host as well as the second intermediate host Adult Lymnaea stagnalis snails (2.50 ± 0.50 cm in for a number of digenean trematode parasites (Esch length), collected locally from different irrigation et al., 2002; 2001). Lymnaeidae family snails have canal in Kenadsa (Algeria), were used as the test place in order of Basomatomorpha and sub-class of animals. Snails were acclimatized for 72 h in Pulmonata from Gastropoda class (Dahane-Rouissat distillated water or water source. Ten experimental et al.,2015). In some cases, infection of some species animals were kept in Petri dishes containing 20ml of snails from Lymnaeidae family with miracidium of distillated water at 24 ± 1 °C. Dead animals were mammal’s and bird’s parasitic schistosoma leads to removed at each observation to avoid any spoilage of creation of cercaria which is creator of dermatitis in the Petri dishes water. humans (Faltýnková et al., 2008; Karruki et al., 2004). The molluscicidal properties of numerous The snails were identified by using the parasitological plant extracts have been studied with a view to keys and for confirmation of identification, radula developing an accessible and inexpensive technology was studied. The soft parts of snail were placed in for appropriate control of the snail vector by local 10% KOH and after 4 h were investigated in a Petri communities (Mendes et al., 1997) Risks and dish under a loop. The radula was dissected from the problems associated with the use of other parts, and after staining with the radula, chemicals lead to increasingly stringent identifications were be dissected. environmental regulation of pesticides (Pavela et al., 2010); in this context, screening of natural products For the fixation, cercariae were heated in the 10% has received the attention of researchers around the formalin, then (for stabilizing the external shape of world (Kebede et al., 2010) . the cerecariae) were mixed 1 cm3 of warm formalin with 1 cm3 of water contain cercariae, and then the The genus Launaea Cass. belongs to the tribe cercariae were stained and identified by light Lactuceae of the Asteraceae family, contains about 54 microscopes (Rivaz et al., 2014). species, most of which are adapted to dry, saline and sandy habits. The genus Launaea is represented in Plant materials and extraction the flora of Algeria by nine species including five According to the results of ethno pharmacological endemics of North Africa (Ozenda, 2004; Cheriti et study to several medical plants that are used in South al.,2012). Limoniastrum feei is native to Southeast of west of Algeria in traditional medicine, it carries out Algeria, belongs to Plumbagenaceae family. It grows by POSL laboratory since 1998. We are interested to to a height of 10 –40 ft, it's possess long leaves and deepen the investigation of the medicinal species: flowering palms, it's flower is entoured by a brickly Launaea nudicaulis and Limoniastrum feei. bracts with a purplish red color (Ozenda ,2004 ; Maire, 1953). It is common plant known under the Launaea nudicaulis (vernacular name: Rghama) is an name vernacular "Melefet Khadem" and used as a herbaceous plant belonging to the Asteraceae family, common herbal drug in the south-western Algeria which is widely distributed in the Algerian Sahara. (Cheriti et al.,2004, Belboukhari and Cheriti, 2005). (Belboukhari & Cheriti, 2006; Cheriti et al.,2013). In the present study we evaluated the molluscicidal The whole plants were collected in March-April 2014 activity of Launaea nudicaulis (Asteraceae) and from Kenadsa (south Algeria. The botanical

243 | Rouissat et al. ~ 282 ~

Annexes

J. Bio. & Env. Sci. 2015

identification and a voucher specimen are conserved Tests were performed in duplicate using 10 snails for at the Phytochemical Herbarium of the each test. Compounds were initially dissolved in a Phytochemical and Organic Synthesis Laboratory small amount of distillated water then the desired under accession number CA02/02. dilution was prepared with distillated water. The snails were exposed to different dilutions for 24 h The aerial parts were separated and dried and the followed by 24 h in distillated water as recovery plants were ground into powder using a grinder. The period. extraction of an aerial part of the plant by reflux for 2 h (Crude water extracts were prepared from these Aqueous extracts of Launaea nudicaulis (aerial part) powders by mixing 20 g powder (aerial parts) with and Limoniastrum feei (leaves stem and twig) were 200 ml of distilled water, boiling for 2 h and then tested against adult Lymnaea stagnalis snails filtering through a pre-weighed Whatman No. 1 filter according to the method recommended by WHO paper. The residue was evaporated to done the (WHO,1983) Tests were carried out at incubator (with phytochemical screening and to determines the aeration and Temperature 24°C ± 2). After 24 h of molluscicidal activities of the obtained extracts. exposure, the suspension was decanted, the snails were rinsed thrice with distilled water and transferred Limoniastrum feei (vernacular name: Melefet to the same extract and maintained there for another l’khadem) was collected in March – April 2014 from 24 h recovery period. Ten snails were immersed in Boukais-Lahmar (South-western Algeria). A voucher separate concentration of aqueous extract with the specimen (CA99/14) is deposited at the herbarium of same volumes that would serve as control. All groups Phytochemistry and Organic Synthesis Laboratory were observed carefully after 24 h, the number and (Rahmani et al., 2014; Boulenouar et al., 2009). the percentages of death in each group were calculated. Snails were considered dead if they could All parts of Limoniastrum feei (leaves stem and twig) not move or retracted well into or hanging out of the were individually ground to a fine powder .Extraction shell, with the body and shell discolored (Vijay,2010) using reflux apparatus and extraction by maceration Eight groups of adult Lymnaea stagnalis (2.50 ± 0.50 with water ; reflux for 2 hours was performed and cm in length), each of 10 snails, were exposed to the maceration to ambient temperature for 24h. The aqueous extract of each part of plant , at the residue was evaporated in rotavapory apparatus. The previously determined LC50 and LC90, for 24 h and weighed extract was subject to phytochemical their mortalities recorded 48 h, 72h and 96h post- screening and to determines the molluscicidal exposure. activities (Boulenouar et al., 2009; Rahmani et al.,2012). Data analysis

Determination of LC50 and LC90

Phytochemical screening The effects of two molluscicides on Lymnaea

For the phytochemical screening, 20 grams of dried stagnalis were expressed by LC50, LC90 (only after material was mixed with 200 mL of distilled water 96h), and their 95% confidence limit (95% CL). The and it was macerated for 48 hours. The aqueous regression coefficient between exposure time and extracts were divided into fractions for subsequent different values of LC50 was determined by the determination of secondary metabolites which may be method of Probit Analysis (Finney,1952; Sokal and present in the aqueous and organics extracts Rohlf,1996). (Boulenouar et al., 2009 Miranda and Cuéllar,2002) Results and discussion

Molluscicidal assay Table 1 shows the results obtained from the

244 | Rouissat et al. ~ 283 ~

Annexes

J. Bio. & Env. Sci. 2015

phytochemical screening the aqueous extracts of Launaea Launaea nudicaulis., and presence of flavonoids and nudicaulis and Limoniastrum feei. The test presence of reducing compounds in all the extracts. The presence alkaloids was negative for all plants. Presence of phenols and of saponins was observed in extracts of Launaea tannins were recorded in nudicaulis and Limoniastrum feei (leaves).

Table 1. Phytochemical screening of the molluscicidal aqueous extracts.

Launaea nudicaulis Limoniastrum Limoniastrum Limoniastrum feei (twig) feei (leaves) feei (Stems)

Alkaloids - - - - Phenols /Tannins +++ + + + Flavonoids +++ + + + Reducing compounds ++ ++ - - Saponins +++ +++ + +

+++ Abundant; +Positive; - Negative.

Molluscicidal activities of Launaea nudicaulis and bioassay. The LC50 and LC90 for Launaea nudicaulis Limoniastrum feii (Leave, stem and twig) against Lymnaea after 24h, 48h, 72h and 96 h exposure are given in stagnalis snails were determined by the Table 2.

Table 2. Lethal Concentration (µg / ml) 50 % and 90 % of mortality accumulated by the aqueous extracts (maceration and reflux extract) on Lymnaea stagnalis snail.

Exposition time Hour Plants Extraction types Equation R2 LC50 (µg/ml) LC90 (µg/ml) Launaea nudicaulis (Aerial Maceration Y=9,646x -22,73 0,949 340,83 362,25 24 parts) reflux Y=8,003x -19,88 0,764 495,081 532,787 Limoniastrum feei (Leaves) Maceration Y=8,017x -19,93 0,772 498,756 536,697 reflux Y=8,131x -20,22 0,774 496,282 533,486 Limoniastrum feei (Stem) Maceration Y=8,017x -19,93 0,772 498,75 536,69 reflux Y=8,017x -19,93 0,772 498,75 536,69 Launaea nudicaulis (AP) Maceration Y=5,051x -8,766 0,912 117,99 132,556 A reflux Y=2,542x -3.075 0,923 75,51 95,16 Limoniastrum feei (Leaves) Maceration Y=8,017x -18,87 0,945 367,848 395,831 48 reflux Y=7,494x -17,43 0,869 356,920 386,042 Limoniastrum feei (Stem) Maceration Y=1,933x -1,271 0,849 34,39 46,61 reflux Y=8,057x -18,94 0,943 364,43 392,01 Launaea nudicaulis (AP) Maceration Y=6,040x -11,03 0,869 128,069 141,159 reflux Y=2,284x -2,032 0,976 43,00 55,62 Limoniastrum feei (Leaves) Maceration Y=3,091x -4,359 0,928 91,174 110,270 72 reflux Y=2,743x -3,430 0,966 74,103 91,812 Limoniastrum feei (Stem) Maceration Y=1,966x -1,109 0,878 26,80 36,15 A reflux Y=2,548x -2,690 0,963 52,78 66,48 Launaea nudicaulis (AP) Maceration Y=5,538x -9,393 0,886 100,66 111,938 A reflux Y=2,506x -2,239 0,900 37,27 47,128 Limoniastrum feei (Leaves) Maceration Y=2,839x -3,271 0,832 56,312 69,266 96 reflux Y=3,027x -3,861 0,944 68,673 83,391 Limoniastrum feei (Stem) Maceration Y=2,904x -3,572 0,896 65,32 79,97 reflux Y=2,931x -3,451 0,904 57,15 69,84

Control + Cu SO4, 5H2O Aq. solution Y=3,526x+0,945 0.991 8.581 42.265 Control - Source water - Y=7,636x-18,65 0.901 612.253 655.362

245 | Rouissat et al. ~ 284 ~

Annexes

J. Bio. & Env. Sci. 2015

The activity of the reference molluscicide and Jackson,2013) The mortality and reproductive Limoniastrum feei (Leaves, stem and twig) against ability of the nematodes, when incubated with each Lymnaea stagnalis snails was determined by using plant extract, were evaluated using the methods of the same assay procedure and gave an LC50 of 26,80 (Rasoanaivo and Ratsimamanga-Urverg,1993 ; µg/ml and an LC90 of 36,15 µg/ml. After 48 h Bourmita,2013) respectively. exposure in Launaea nudicaulis and Limoniastrum The data given above clearly demonstrate that feei showed that Molluscicidal activities of Launaea Launaea nudicaulis (Aerial parts) and Limoniastrum nudicaulis were different to those of Limoniastrum feei (leaves stem and twig) extracts are potent feei (Table 1), in other way, the molluscicidal potency molluscicides. It has been shown that toxicity of crude of all tested parts of Limoniastrum feei against or purified fractions either plant or animal products

Lymnaea stagnalis were concentration dependent. are potent molluscicides, if the LC50 is less than 100 Generally, mortality increased with the increase in mg/l ( Hostettmann and Lea, 1987 ; Singh et al., concentration of the extracts. 1996). In the present study, 96 h LC50 of all plants are The lethal concentrations for aqueous extracts of less than 100 µg/ml. Launaea nudicaulis, Limoniastrum feei (Leaves stem The group of compounds tested has been identified and twig) that killed 50% (LC50) of adult Lymnaea that the saponins, tannins, and flavonoids have stagnalis were 37.27, 74.10, 52.78 and 72.94 µg/ml, molluscicidal activity (Perry, 1980; McCullough, respectively, while the respective LC90 values were 1982). 47.12, 91.81, 66.48 and 90.06 µg/ml (Table 2). The toxicity of different preparations of both plants is The toxicity of different aqueous extract of Launaea time as well as concentration dependent as evidenced nudicaulis (aerial part) and Limoniastrum feei by the negative correlation between exposure time

(leaves stem and twig), against L. acuminata was and LC50 of different treatments. The time dependent time and concentration dependent. Treatment of 510 effect of both plant products may be due to the uptake µg/ml of Launaea nudicaulis (aerial part) caused no of the active moiety which progressively increases the mortality in treated snails. The LC50 of Launaea amount of active component in snail body with nudicaulis (aerial part) at 24 h was 340, 83 µg/ml ( increase in exposure period or it may be possible that with maceration) and 495.08 µg/ml (with reflux the active component(s) could change into more toxic extraction) (Table 2). There was a significant negative forms in the aquarium water or in the snail body by correlation between the LC50, LC90 and exposure the action of different enzymes. time. Mortality was determined every 24 h. Each set The results of the present study indicate that of experiment was replicated six times. Limoniastrum feei (Stem) and Launaea nudicaulis Comparing the LC50 and LC90 values of the plant (aerial part) are the potential molluscicides of plant parts, showed the highest molluscicidal activity, origin. Their toxic effects are time and concentration followed by Limoniastrum feei stem, whole Launaea dependent as evident from negative regression nudicaulis (aerial part) and then Limoniastrum feei between exposure period and LC50 of different leaves against Lymnaea stagnalis. (Table 2). treatments. Lymnaea stagnalis snail is the biggest intermediate Conclusion host Lymnaea in Iran whose shell has 45 mm length This study conclusively, shows that Limoniastrum and 25 mm width, contains 7-8 spire and the throat of feei (Stem) and Launaea nudicaulis (aerial part) shell is alike to human’s auricle (Hohagen

246 | Rouissat et al.

~ 285 ~

Annexes

J. Bio. & Env. Sci. 2015

may be used as potent molluscicides. Both plants Sahara. Ir.J.Pharm.Res. 3, 51. have great potential as molluscicides. For proper utilization of these plant products as molluscicides, Cheriti A, Belboukhari N, Hacini S. 2013. further investigations are required to elucidate the Ethnopharmacological survey and phytochemical mechanism of action in snail body. screening of some medicinal Asteraceae of Algerian Sahara. PhytoChem & BioSub Journal. 7(2), 52-55. Acknowledgement

L. Dahane-Rouissat Thanks Pr Benzahra (INA, Dahane-Rouissat L, Cheriti A, Marouf A, Algiers); Mme Sahnouni (Oran University), Dr. Reddy KH, Govender P. 2015. Bref aperçu sur Bourmita Y. ( Bechar University) for their help . quelques molluscicides naturels. Phytochem & Thanks are due to DGRSDT (Algeria) and NRF (South Biosub. Journal 9(3), 80-91. Africa) for financial support under contracts N° A/AS-2013-007. Esch GW, Barger MA, Fellis KJ. 2002. The

transmission of digenetic trematodes: style, elegance, References complexity. Integrative and Comparative Biology 42,

Belboukhari N, Cheriti A. 2006. Phytochemical 304–312. investigation of the bioactive extract from Launaea arborescens. Pakistan Journal of Biological Sciences Esch GW, Curtis LA, Barger MA. 2001. A 9, 2930–2932. perspective on the ecology of trematode communities in snails. Parasitology 123, S57–S75. Belboukhari N, Cheriti A. 2005. Antimicrobial activity of aerial part of limoniastrum feei. Asian Faltýnková A, Nasincová V, Kablá sková L. Journal of plant sciences 4(5), 496-498. Larval. 2008. Trematodes (Digenea) of planorbid snails (Gastropoda: Pulmonata) in Central Europe: a Boulenouar N, Marouf A, Cheriti A. 2009. Effect survey of species and key to their identification. Syst of Some Saharian Medicinal Plants Extracts on the Parasitol 69, 155-178. Causal Agent of Bayoud. Asian Journal of Biology, 9(6), 600. Finney IJ. 1952 Probit analysis: a statistical treatment ofthe sigmoid response carve.Cambridge: Bourmita Y, Cheriti A, Ould El Hadj MD, Cambridge University Press. 318 p. Mahmoudi K, Belboukhari N. 2013. Anti-termitic Activity of Aqueous Extracts from Saharan Toxic Hohagen J, Jackson DJ. 2013. An ancient process

Plants Against Anacanthotermes ochraceus” , in a modern mollusc: Expert PDF Evaluationearly

Journal of Entomology 10, 207-213. development of the shell in L. stagnalis. BMC Dev

Biol. 13, 27. Cheriti A, Belboukhari M, Belboukhari N, Djeradi H. 2012. Phytochemical and biological Hostettmann K, Lea PJ. 1987. Biologically Active studies od Launaea Cass. Genus ( Asteracea) from Natural Products. Oxford Science Publication, Algerian sahara, Current Topics in Phytochemistry, Oxford. 65–84 p. 11, 67-80. Karruki HC, Clennon JA, Brady MS, Kitron U, Cheriti A, Belboukhari N, Hacini S. 2004. Sturrock RF, Ouma JH. 2004. Distribution

Ethnopharmacological survey and phytochemical patterns and cercaria shedding of Bulinus nasutus screening of some medicinal plants of Algerian and other snails in the Msambweni area, Coast

247 | Rouissat et al. ~ 286 ~

Annexes

J. Bio. & Env. Sci. 2015

Province, Kenya. Am J Trop Med Hyg; 70(4), 449- from Endemic Medicinal Plant Limoniastrum feei 456. (Girard) Batt (Plumbaginaceae)” Asian Journal of Kebede Y, Gebre-Michael T, Balkew M. 2010. Chemistry. 26(2), 365-368. Laboratory and field evaluation of neem (Azadirachta Rahmani S, Belboukhari N, Cheriti A. 2012. The indica A. Juss) and Chinaberry (Melia azedarach L.) Saharan medicinal plant Limoniastrum feei: oils as repellents against Phlebotomus orientalis and Ethnomedical survey and preliminary phytochemical P. bergeroti (Diptera: Psychodidae) in Ethiopia. Acta screening of antibacterial extracts. PhytoChem & Tropica 113, 145–150. BioSub Journal 6(2), 83-87. Maire R. 1953. Flore de L'Afrique du Nord: (Maroc, Rasoanaivo P, Ratsimamanga-Urverg S. 1993. Algerie, Tunisie, Tripolitaine, Cyrenaïque et Sahara) Biological evaluation of plants with reference to (5 v.), París: Paul Le chevaller. Malagasy flora. Monograph for the IFS-NAPRECA workshop on bioassays. Antananarivo, Madagascar. Mc Cullough FS. 1982. Plant Molluscicides. J. Med. Napreca, Madagascar.

Plant Res. 46, 195-209. Rivaz S, Nasiri V, Karimi G, Abdigoudarzi M,

Paykari H, Motamedi G, Azizi H, Pirali K. 2014.

Mendes NM, Vasconcellos MC, Baptista D. Lymnaea stagnalis (Linnaeus, 1758) snails' infection

1997. Evaluation of the molluscicidal properties of to trematoda larval stages in Shahrekord city's Euphorbia splendens var. Hislopii (N. E. Br.) latex: springs. Asian Pacific Journal of Tropical Disease 4, experimental test in an endemic area in the state of 246-249. Minas Gerais. Brazil Mem Inst Oswaldo Cruz, 92, Singh A, Singh DK, Mishra TN, Agarwal RA.

719-24. 1996. Molluscicide of plant origin. Biol. Agric. Hortic.

13, 205–252.

Miranda M, Cuéllar A. 2002. Farmacognosia y Sokal RR, Rohlf FJ. 1996. Introduction to productos naturales. La Habana: Editorial Félix Biostatistics. W.H. freeman, San Francisco, 1–363 p. Varela. Vijay P. 2010.Evaluation of molluscicidal activity of some Indian medicinal plants against Lymnaea Ozenda P. 2004. Flore et végétation du Sahara. acuminate. Int J Appl Biol Pharm Technol. 1, 308- CNRS, Paris, 662 p. 311. WHO. 1983. Report of scientific working group on Pavela R, Sajfrtova M, Sovova H, Barnet M, plant molluscicide and guidelines for evaluation of Karban J. 2010. The insecticidal activity of plant molluscicide, (TDR/SCH– SWE (4)/ 83.3). Tanacetum parthenium (L.) Schultz Bip. extracts Geneva: WHO; 12, 7136–7142. obtained by supercritical fluid extraction and Żbikowska E. 2011. One snail - three Digenea hydrodistillation. Industrial Crops and Products 31, species, different strategies in host-parasite 449–454. interaction. Ani Biolo. 61, 1-19. Perry LM. 1980. Medicinal plants of East and

Southeast Asia: Attributed properties and uses. London: MIT Press. Rahmani S, Belboukhari N, Cheriti A. 2014. Phytochemical Investigation of Bioactive Extract

248 | Rouissat et al.

~ 287 ~

Annexes

PPhytoChem & BioSub Journal

Peer-reviewed research journal on Phytochemistry & Bioactives Substances ISSN 2170 - 1768

PCBS Journal

Volume 9 N° 1, 2 & 3 2015

~ 288 ~

Annexes

PhytoChem & BioSub Journal

ISSN 2170-1768 ISSN 2170 – 1768

PhytoChem & BioSub Journal (PCBS Journal) is a peer-reviewed research journal published by Phytochemistry & Organic Synthesis Laboratory. The PCBS Journal publishes innovative research papers, reviews, mini-reviews, short communications and technical notes that contribute significantly to further the scientific knowledge related to the field of Phytochemistry & Bioactives Substances (Medicinal Plants, Ethnopharmacology, Pharmacognosy, Phytochemistry, Natural products, Analytical Chemistry, Organic Synthesis, Medicinal Chemistry, Pharmaceutical Chemistry, Biochemistry, Computational Chemistry, Molecular Drug Design, Pharmaceutical Analysis, Pharmacy Practice, Quality Assurance, Microbiology, Bioactivity and Biotechnology of Pharmaceutical Interest ) It is essential that manuscripts submitted to PCBS Journal are subject to rapid peer review and are not previously published or under consideration for publication in another journal. Contributions in all areas at the interface of Chemistry, Pharmacy, Medicine and Biology are welcomed.

Editor in Chief Pr Abdelkrim CHERITI Phytochemistry & Organic Synthesis Laboratory 08000, Bechar, Algeria

Editorial Board

Afaxantidis J. (France), Akkal S. (Algeria), Al Hamel M. (Morocco), Allouch A. (Lebanon), Aouf N. (Algeria), Asakawa Y. (Japan), Atmani A. (Morocco) , Awad Allah A.( Palestine), Azarkovitch M. ( Russia), Baalioumer A. (Algeria), Badjah A.Y. ( KSA), Balansard G. (France), Barkani M. (Algeria), Belboukhari N. ( Algeria), Belkhiri A. (Algeria), Benachour D. (Algeria), Ben Ali Cherif N. (Algeria), Benayache F. (Algeria), Benayache S. (Algeria), Benharathe N. (Algeria), Benharref A. (Morocco), Bennaceur M. ( Algeria), Bensaid O. (Algeria), Berada M. ( Algeria), Bhalla A. ( India), Bnouham M. (Morocco), Bombarda E. (France), Bouchekara M. (Algeria), Boukebouz A. (Morocco), Boukir A. (Morocco), Bressy C. (France), Chehma A. (Algeria), Chul Kang S. (Korea), Dadamoussa B. (Algeria), Daiche A. (France), Daoud K. ( Algeria), De la Guardia M. ( Brazilia), Dendoughi H. (Algeria), Derdour A. (Algeria), Djafri A. (Algeria), Djebar S. (Algeria), Djebli N.(Algeria), Dupuy N. (France), El Abed D. (Algeria), EL Achouri M. (Morocco), El Hatab M. (Algeria), El Omar F. (Lebanon), Ermel G. ( France), Esnault M. A. ( France), Govender P. (South Africa), Jouba M. (Turkey), Hacini S. (Algeria), Hadj Mahamed M. (Algeria), Halilat M. T. (Algeria), Hamed El Yahia A. ( KSA), Hamrouni A. ( Tunisia), Hania M. ( Palestine), Heidari A. ( USA), Iqbal A. (Pakistan), Gaydou E. (France), Ghanmi M. (Morocco), Gharabli S. (Jordan), Gherraf N. ( Algeria), Ghezali S. (Algeria), Gouasmia A. (Algeria), Greche H. (Morocco), Kabouche Z. (Algeria), Kacimi S. (Algeria), Kajima J.M. (Algeria), Kaid-Harche M. (Algeria), Kessat A. (Morocco), Khelil-Oueld Hadj A. (Algeria), Lahreche M.B. (Algeria), Lanez T. (Algeria), Leghseir B. (Algeria), Mahiuo V. (France), Marongu B. ( Italia), Marouf A. (Algeria), Meddah B.( Morocco), Melhaoui A. ( Morocco), Merati N. (Algeria), Mesli A. ( Algeria), Mushfik M. ( India), Nefati M. (Tunisia), Ouahrani M. R. (Algeria), Oueld Hadj M.D. (Algeria), Pons J.M. ( France), Radi A. (Morocco), Rahmouni A. (Algeria), Reddy K.H. ( South Africa), Reza Moein M. (Iran), Rhouati S. (Algeria), Roussel C. (France), Saidi M. (Algeria), Salgueiro L.D (Portugal), Salvador J. A. (Spain), Seghni L. (Algeria), Sharma S. ( India), Sidiqi S. K. ( India), Souri E. ( Turkey), Tabcheh M. (Lebanon), Tabti B. (Algeria), Taleb S. (Algeria), Tazerouti F. (Algeria), Vantyune N. (France), Villemin D. (France), Yayli N. (Turkey), Youcefi M. (Algeria), Ziyyat A. (Morocco), Zouieche L. (Algeria), Zyoud A.H. (Palestine).

~ 289 ~

Annexes

Guidelines for the publication of manuscripts in PhytoChem & BioSub Journal (ISSN 2170 – 1768)

PhytoChem & BioSub Journal (PCBS Journal) is a periodical dedicated to the publication of original scientific work, reviews, and communications in the field of of Phytochemistry & Bioactives Substances. Contributions in all areas at the interface of Chemistry, Pharmacy, Medicine and Biology are welcomed. Submission of an article to the PCBS Journal implies that the work described has not been published previously (except in the form of an abstract or as part of a published lecture or academic thesis), that it is not under consideration for publication elsewhere, that its publication is approved by all authors. The PCBS Journal reserves the right to submit all received manuscripts to ad hoc referees, whose names will be kept confidential, and will have the authority to decide on the pertinence for acceptance. Referees may send back manuscripts to Editor- in-Chief, for transmission to the author(s) with suggestions for necessary alterations, which are to be made in order to conform to the standards and editorial rules of the Journal. All manuscripts should be prepared in MS-Word format, and submitted online to [email protected]. Upon receipt of paper submission, the Editor sends an E-mail of confirmation to the corresponding author within 1-4 working days. The Editors reserve the right to edit or otherwise alter all contributions, but authors will receive proofs for approval before publication. If you have any questions, please contact with the editor of the journal at the same E mail

The manuscript should be on A4 size paper, double spaced using Times New Roman size 12 font, fully justified, with margins of 2 cm and should be arranged in the following order:

Title: Concise and informative, in accordance with the contents of the article. ( Times New Roman; Size: 14, Blod.)

Author’s names and affiliations: Please indicate the given name and family name clearly (Times New Roman; Size-12; Italic). Present the authors' affiliation addresses below the names (Times New Roman; Size- 11; Italic). Provide the full postal address of each affiliation, including the country name, and, if available, the e-mail address, and telephone number of each author. Abstract: A concise and factual abstract is required with 200 or less words highlighting the most important information, including the methodology, results, and conclusions that allows readers to evaluate their interest in the article and thus avoiding the reading of the full work (Times New Roman; Size-12; Italic). Keywords: Immediately after the abstract, provide a maximum of 7 keywords, avoiding general and plural terms and multiple concepts (Times New Roman; Size-12; Italic).

Introduction: Should clearly establish the objectives of the work and its relationship with other works in the same field

Material and Methods: Description of the Material and the Methods used should be brief, and clear enough to make possible the comprehension and the reproducibility of the work.

Results and Discussion: Should be presented with a personal discussion or interpretation, and whenever possible, be accompanied by adequate tables and figures and the discussion must be restricted to the significance of the data presented. Figures, Tables and Structural Formulas are included in the text.

Acknowledgements: (optional item)

References: Should be standardized to conform to the requirements of the journal. Preferentially use references that can be accessed by the readers worldwide.

~ 290 ~

Annexes

PhytoChem & BioSub Journal Vol. 9(3) 2015 ISSN 2170-1768 CAS-CODEN:PBJHB3

PhytoChem & BioSub Journal Vol. 9 No. 3 2015

ISSN 2170‐1768

Bref aperçu sur quelques molluscicides naturels

Lineda Dahane-Rouissat 1, 3*, Abdelkrim Cheriti 1 , Abbderazak Marouf 2, Reddy

Kandappa H.4 , Govender Patrick 4

1Phytochemistry & Organic Synthesis Laboratory, T. M. University, Bechar, 08000, Algeria 2Department of Biology, Salhi A. University Center, Naama, 45000, Algeria 3 SNV Faculty, Benbela A. University, Oran, 31000, Algeria 4Dept. of Biochemistry, School of Life Sciences, Westville, University of Kwazulu-Natal, Durban, South Africa

Received: August 23, 2015; Accepted: October 10, 2015 Corresponding author Email [email protected] Copyright © 2015‐POSL DOI:10.163.pcbsj/2015.9.3.80

A Brief overview of some natural molluscicides

Abstract. Schistosomiasis (Bilharziosis) is a major problem of socio-economic and public health in tropical and subtropical countries caused by the trematode Schistosoma. Is referred as the second most important parasitic disease after malaria and the third most prevalent parasitic disease in the world. About 200 million people of 74 tropical and subtropical countries of the world are infected with schistosomiasis, and about 20 million suffer severe consequences of the disease. An estimated that 600 million other people are reported to be at risk of this nematode disease, and about one million people die each year from the Bilharziosis complications

One of the major preventive steps against trematode infection is the control of the vector snail population by use of molluscicides. In the schistosomiasis control, molluscicides activity has been achieved by using synthetic compounds which have high cost, along with increasing the possibility of snail resistance to these compounds and their toxicity in non- target organisms.

The potential use of molluscicides plants has recently received considerable attention by using techniques commonly employed in phytochemical and pharmacological studies.

Plant extracts have the advantage that, besides being less toxic in nature, environmentally-friendly alternatives and they can be degraded faster than the expensive synthetic molluscicides .

In Algeria, there are three active schistosome centers (Schistosoma haematobium) carried by the intermediate host (Bulinus forskalii and Bulinus truncatus) in the Saharan oasis of Djanet region,

80

~ 291 ~

Annexes

PhytoChem & BioSub Journal Vol. 9(3) 2015 ISSN 2170-1768 CAS-CODEN:PBJHB3

Beni Abbes and Biskra and north in the area of Algiers (Mitidja, Reghaia, Gué of Constantine) finally near Oran (Jdioua).

Thus, In Algeria, many local medicinal plants are screened and tested in the laboratory and proved to have molluscicidal activity. The objective of studies is to complement methods for controlling snails acting as intermediate hosts of schistosomes and thus reduce snail / human infection

This bref reviews on natural molluscicides give and presents preliminary research of a molluscicidal screening programme carried out on some Algerian Saharan molluscicidal plants: Anvillea radiata, Artemisia herba alba Asso, Bubonium gravealens, Launaea nudicaulis, Warionea saharea [Asteraceae] ; Capparis spinosa L. [Capparidaceae]; Acacia raddiana [Fabaceae] et Limoniastrum Feei [Plumbagiaceae].

The studies required to search for the presence of bioactive compounds in the different plants extracts.

Key Words: Molluscicidal plant, Schistosoma haematobium, Bulinus truncatus, Bulinus forskalii, Schistosomiasis

Résumé. La Schistosomiase (bilharziose) est un problème socio-économique de santé publique dans les pays tropicaux et subtropicaux causés par le trématode Schistosoma. Elle est classée comme la deuxième maladie parasitaire après la malaria et la troisième maladie parasitaire la plus répandue dans le monde. Environ 200 millions de personnes de 74 pays tropicaux et subtropicaux du monde sont infectées par la schistosomiase, et environ 20 millions souffrent de graves conséquences de la maladie. On estime que 600 millions de personnes sont rapportés comme étant à risque de cette maladie, et environ un million de personnes meurent chaque année de complications de la bilharziose.

L'une des principales mesures préventives contre l'infection par des trématodes est le contrôle de la population du vecteur de la maladie par l’usage de molluscicides. Dans la lutte contre la schistosomiase, l'activité molluscicides obtenue en utilisant des composés synthétiques très chers, qui peuvent provoquer la possibilité de résistance du vecteur à ces composés en plus de leur toxicité pour les organismes non visés.

Récemment L'usage potentiel des plantes molluscicides a reçu une attention considérable en utilisant des techniques couramment employées dans les études phytochimiques et pharmacologiques. Les extraits de plantes ont l'avantage, en plus d'être moins toxique dans la nature, ils peuvent être dégradés plus rapidement que les molluscicides synthétiques coûteux

En Algérie, il existe trois foyers actifs des schistosomes (Schistosoma haematobium) portés par l’hôte intermédiaire (Bulinus truncatus et Bulinus forskalii) dans les oasis sahariennes des régions de Djanet, Béni Abbés et Biskra et au nord dans la région d'Alger (Mitidja, Reghaia et Gué de Constantine) enfin près d'Oran (foyer de Jdioua).

Alors, en Algérie beaucoup de plantes médicinales locales ont été examinés et testés en laboratoire pour leur activité molluscicide. L'objectif des études est de compléter les méthodes pour contrôler les vecteurs agissant comme hôtes intermédiaires de schistosomes et de réduire ainsi le rapport vecteur / infection humaine

Cette brève revue sur les molluscicides naturelles présente les recherches préliminaires dans le cadre d'un programme de screening effectuées sur certaines plantes molluscicides du Sahara algérien:

81

~ 292 ~

Annexes

PhytoChem & BioSub Journal Vol. 9(3) 2015 ISSN 2170-1768 CAS-CODEN:PBJHB3

Anvillea radiata, Artemisia herba alba Asso, Bubonium gravealens, Launaea nudicaulis, Warionea saharea [Asteraceae] ; Capparis spinosa L. [Capparidaceae]; Acacia raddiana [Fabaceae] et Limoniastrum Feei [Plumbagiaceae]. Les études sont focalisées pour la recherche des substances molluscicides presentes dans les différents extraits de plantes

Mots clés : plantes molluscicide, Schistosoma haematobium, Bulinus truncatus, Bulinus forskalii, schistosomiases

1. Introduction

La connaissance de la végétation du Sahara a été en grande partie renouvelée, au cours de ces dernières années, par un ensemble d'études régionales précises. L’utilisation de plantes possédantes des propriétés molluscicides est devenue plus simple, moins couteux, particulièrement en pays sous développés (Singh et Singh, 2010; Al-Daihan, 2010).

Les schistosomiases (bilharzioses) sont des maladies parasitaires humaines, Connues depuis l’antiquité, due à la présence dans l’organisme de vers trématodes. Ce parasite présente un cycle de vie faisant intervenir, à côté de l’homme, un mollusque ou escargot hôte (Ramanantsizehena et al., 2005; Nayama. et al., 2007). Dans les zones d’endémie, notamment en Afrique, la bilharziose reste un problème de santé publique majeur (Raccurt et al., 2007). Bien que l’incidence de cette maladie en Algérie soit relativement minime par rapport à d’autre pays, il existe cependant plusieurs foyers actifs de ce parasite. Pour cette prophylaxie, les actions menées sont principalement la lutte écologique qui vise à supprimer les habitats favorables aux mollusques et la lutte directe contre les mollusques, essentiellement par utilisation de molluscicides d’origine végétales.

Les invertébrés représentent 95% de la biodiversité, parmi lesquels les insectes, les mollusques, les nématodes, etc (Oetken et al., 2004). Ils sont caractérisés par une large diversité de cycles de vie et de traits d’histoire de vie. L’impact sanitaire de l’émission de substances chimiques d’origine anthropique dans l’environnement est devenu, en l’espace de quelques décennies, une préoccupation majeure de la communauté scientifique. L’objectif de notre travail est d’identifier les plantes molluscicides locales afin de déterminer leurs concentrations létales et de citer leurs constituants phytochimiques responsable de cette activité, selon les travaux réalisés.

2. Agents pathogènes

Les schistosomiases humaines, sont dues au développement de vers appartenant à la classe des trématodes et au genre Schistosoma (Strahan et al., 1991; Morgam et al., 2003; Silva et al., 2005), dont il fait partie du règne : Animalia, Embranchement : Platyhelminthes, Classe : Trematoda,Sous-classe : Digenea,Ordre : Strigeatida, Famille : Schistosomatidae, Genre : Schistosoma.

82

~ 293 ~

Annexes

PhytoChem & BioSub Journal Vol. 9(3) 2015 ISSN 2170-1768 CAS-CODEN:PBJHB3

Les bilharzies (ou schistosomes) sont des parasites sanguins, minuscules vers plats vivant souvent en très grand nombre, dans les vaisseaux sanguins de l’abdomen. Cinq espèces sont pathogènes pour l’homme (N’goran et al., 1997): Schistosoma haematobium, Schistosoma mansoni, Schistosoma intercalatum Schistosoma japonicum, Schistosoma mekongi.

Les manifestations cliniques initiales de la maladie sont, soit vésicales ou intestinales. D’autres organes sont envahis par les oeufs de ces vers, le foie et la rate étant les deux cibles privilégiées (Figure 1) (Klotz et al., 1998).

Accouplement des schistosomes adultes

Œufs embryon Stade cercaire passé aux excréments libéré dans l’eau

Eclosion des œufs dans l’eau

Pénétration dans les mollusques d’eau douce

Figure 1: Cycle évolutif des schistosomes

S. haematobium et S. intercalatum sont également transmis par des pulmonés appartenant au genre Bulinus (et couramment dénommés bulins) (Baluku et al., 1989; Dobo et al., 1997; Belkacem et al., 2006).

83

~ 294 ~

Annexes

PhytoChem & BioSub Journal Vol. 9(3) 2015 ISSN 2170-1768 CAS-CODEN:PBJHB3

3. Hôte intermédiaire « mollusques »

Les mollusques sont présents dans la plupart des milieux d’eau douce africains. Ils se distinguent des autres organismes aquatiques par la présence d’une coquille calcaire constituée d’une seule pièce chez les Gastéropodes et de deux pièces articulées chez les Lamellibranches (appelés également Pélécypodes ou Bivalves) (Figure2). Les mollusques en général et plus particulièrement les Pulmonés qui jouent un rôle important dans la transmission de parasitoses humaines et animales. Les mollusques (du latin mollis, « mou ») sont un embranchement du règne animal. L'embranchement contient plus de 130 000 espèces d’eau douce. Il est relativement aisé, d’après la forme de la coquille et de quelques caractères anatomiques simples, de déterminer la famille et le genre de la plupart des mollusques. Bulinidae: Bulinus globosus, B. forskali et B. truncatus sont présents dans toute la zone au sud du Sahara. Les travaux portant sur l’écologie des mollusques d’eau douce en Afrique En eau stagnante, les Pulmonés sont généralement dominants et souvent très abondants dans la végétation. Les herbiers à Ceratophyllum abritent généralement une riche faune à base de Bulinus, Biomphalaria, Lymnaea, Gyraulus, Segmentina,Afrogyrus, Ceratophallus, associés aux Prosobranches Gabbia et Pila (Lévéque,1975).

Figure 2 : Photo prise des cours d’eau d’irrigation à Beni Abbes-Bechar 2014

La détermination des mollusques morts est effectuée comme suit : Les spécimens morts sont placés dans une boite pétri et examinés à l’aide d’une loupe et une lumière inverse pour confirmer la mortalité (immobilité, absence de contraction, décoloration). Les spécimens morts sont éliminés rapidement pour éviter d’éventuelle contamination (Molgaard et al., 2000).

4. Symptomatologie des schistosomiases :

84

~ 295 ~

Annexes

PhytoChem & BioSub Journal Vol. 9(3) 2015 ISSN 2170-1768 CAS-CODEN:PBJHB3

Les symptômes rencontrés dépendent de l’espèce du schistosome qui a infesté l’individu. Le signe le plus courant est une démangeaison et une rougeur à l’endroit où le parasite a pénétré dans la peau « démangeaison du nageur » (Klotz et al .,1998). Après quelques semaines, d’autres signes peuvent apparaître en fonction des organes atteints (Adewunmi, 1991) : Du sang dans les urines, une sensation de brûlure lorsque la personne urine, une envie plus fréquente d’uriner, du sang dans les selles, des diarrhées, des douleurs musculaires, de la fièvre, des vomissements et de la toux.

5. Prophylaxie

La chimiothérapie antiparasitaire permet la réduction du taux de prévalence de la schistosomiase mais l’endémie se poursuit par réinfection. La prophylaxie reste le meilleur moyen de lutte contre la maladie (Schall et al., 2001). Prophylaxie générale, reposant sur l’interruption du cycle évolutif des schistosomes (Klotz et al., 1998) : lutte anti mollusque (molluscicides, prédateurs, compétiteurs) ; lutte contre le péril fécal. L’organisation de la lutte contre les mollusques hôtes constitue une des mesures prophylactiques capitales, très étudiées par l’OMS et par les divers gouvernements intéressés. La lutte antimollusque est réalisée principalement par l’utilisation de molluscicide de synthèse et par une approche biologique (Trifa, 2009).

6. Agents molluscicides

6-1/Molluscicides de synthèse

Parmi les agents molluscicides de synthèse (Marston et Hostettmann, 1985; Perrett et al., 1996), on retrouve des molécules tels que :

a/Niclosamide : Il est utilisé comme molluscicide de référence depuis les années 1960, très active à tout les mollusques (Khallaayoune et al., 1998).

Structure de Niclosamide

b/ B-2(sodium 4-bromo2,5-dichlorophenol) Utilisé au Japon contre Oncemelania mosophora, en Afrique du sud. c/Sulfate de cuivre :

85

~ 296 ~

Annexes

PhytoChem & BioSub Journal Vol. 9(3) 2015 ISSN 2170-1768 CAS-CODEN:PBJHB3

Efficace dans certaines conditions ; inactive à PH≥ 9, utilisé en Egypt. En plus de leur coût de revient élevé, les agents molluscicides de synthèse sont déversés en grande quantité dans les foyers d'endémie et posent d'énormes problèmes à l'environnement par leur impact néfastes sur l’écosystème aquatique dans lequel ils sont employés (les produits chimiques qui tuent les mollusques tuent aussi les poissons; exemples le B-2 et le sulfate de cuivre) (Marston et Hostettmann, 1985; Adewunmi, 1991).

6-2/ Molluscicides naturels

Les molluscicides naturels d’origine végétale sont d’une actualité croissante en vue d’une application éventuelle come moyen de lutte et de contrôle de la schistosomiase. Selon Mwine (2011) un grand nombre des espèces Euphorbia sp. sont effectivement puissant que les plantes médicinales et leurs extraits ont été isolés et breveté en tant que médicaments modernes. Des études récentes ont indiqué que les Euphorbiales ont une activité molluscicide importante (Tantawy et al., 2004; Sermsart et al., 2005, Mello- Silva et al., 2006, Bakry 2009; Singh et Singh, 2010; Hassan et al., 2011). Ils pourraient offrir un double avantage sur les molluscicides de synthèse, car ils sont moins polluants (produits naturels biodégradables) et plus économiques (produits purifiés à base d’extraits de plantes locales) (Marston et Hostettmann, 1985). Les molécules naturelles pourraient aussi offrir des structures guides pour le développement de nouveaux molluscicide de synthèse (Marston et al., 1993).

6-3/ Plantes à visée molluscicide :

Les critères prévalent dans le choix de la plante molluscicide ont été fixés par spécifications de l’OMS (OMS, 1965) et puis modifiées pour les besoins de criblage des substances naturelles (Silva et al., 2005). Les plantes molluscicides citées dans la littérature sont peu nombreuses et, pour la plupart, insuffisamment étudiées. Belot et al. (1993) a déclaré que la plante Ambrosia maritima est toxique pour les mollusques hôtes intermédiaires de la schistosomiase.

Plusieurs plantes ont fait l’objet d’évaluation de leur effet molluscicide : feuilles de Polygonum senegalense (Maradufu et al., 1978), fruits de Tetrapleura tetraptera (Aridan) (Adewunmi , 1991; Gebremedhim et al., 1994), différents parties de Calendula officinalis et Ammi majus (Rawi et al., 1996), huile essential de Chrysanthemum viscidehirtum (Khallouki et al ., 2000), extrait aqueux de Holarrhena floribunda (Tamboura, 2005). Capparidaceae Capparis spinosa L., Chenopodiaceae Chenopodium ambrosioides L., Asteraceae : Anvillea radiata, Warionea saharea, Launeae nudicaulis, Bubonium gravealens, Artemisia herba alba Asso., Fabaceae: acacia radiana., Plumbagiaceae: Limoniastrum feii (feuilles, tige et Rameau) (Dahane-Rouissat et al.,2015).

Les molécules à action molluscicide d’origine végétale isolées à ce jour, sont de différents types : triterpènes saponines, spirostanol saponines, sesquiterpènes, iridoides glycosides, naphthoquinones, flavonoïdes, furanocoumarines, isobutylamides, alcaloïdes, chalcones et d’autres produits secondaires (Maradufu et al., 1978; Marston et Hostettmann, 1985; ; Perrett et al., 1996). Malgré le nombre

86

~ 297 ~

Annexes

PhytoChem & BioSub Journal Vol. 9(3) 2015 ISSN 2170-1768 CAS-CODEN:PBJHB3

élevé de molécules naturelles à activité molluscicide identifiées jusqu’à ce jour, un faible nombre de ces produits trouvent leur chemin en pratique. Les raisons souvent invoquées sont liées à l’instabilité des produits, leurs effets secondaires toxiques envers les autres espèces aquatiques, ou le coût de faisabilité induit par la transposition de la production à grande échelle (Marston et al.,1993).

6-4/ Produits naturels isolés à activité molluscicide :

Selon Hmamouchi et al., 2000, il existe un certain nombre des phytocomposants possédant un potentiel d’activité molluscicide : Capparis spinosa L. (Coumarines, stérols et les huiles essentiels), Artemisia herba alba Asso. (Phénol, Flavonoid, Alcaloïdes, Stérol, Terpènes et les huiles essentiels), Zizyphus vulgaris Lamk. (Phénol, flavans, Flavonoides, alcaloides, Saponines, Stérols et Terpènes). Alcaloïdes et des saponines sont signalés parmi les composés actifs de l’espèces Euphorbia (Siddiqui et al., 2009). La composition phytochimique des Ziziphus spina- Cristi a signalé la présence de quatre saponines glycosides et alcaloïdes comme molluscicides (Shahat et al., 2008). Abdelgaleil (2010) a isolé les sesquiterpènes; neoambrosin, l'acide damsinique, Damsine, ambrosine et hyménine de Ambrosia maritima (Asteraceae) qui ont des activités molluscicides. Il est maintenant bien établi que dans de nombreuses plantes, l'activité molluscicide est due à la présence de saponines et de composants alcaloïdes (Singh et Singh, 2010).

7. Conclusion

Les substances naturelles issues des végétaux ont des intérêts multiples mis à profit dans différents domaines. Par ailleurs, l’utilisation des molécules molluscicides de synthèse est actuellement remise en cause, en raison des risques toxicologiques potentiels de ces molécules. Désormais, de nouvelles sources végétales d’activité molluscicide naturels sont recherchées. L’étude de l’activité molluscicide des plantes est devenue une recherche bien ciblée vue de son importance en prophylaxie de quelques maladies parasitaires (schistosomiases) ; dont l’utilisation de ces plantes d’étude dans les différentes activités biologiques (antimicrobienne, antioxydantes, insecticide, molluscicide, antiinflamattoire et nématicide….) a été prouvé au laboratoire de phytochimie et synthèse organique (LPSO-BECHAR).

Référence

Abdelgaleil, S.A.M., (2010). Assessment of mosquitocidal, herbicidal and molluscicidal potentials of extracts and phytochemicals isolated from three Egyptian plants. Alex. J. Agric. Res. 55, 59–73.

Adewunmi. C. O. (1991).Plant molluscicides: potential Aridon, tetrapleura, for Schistosomiasis control in Nigeria. The science of the total .Environment., vol.102, pp. 21-33.

87

~ 298 ~

Annexes

PhytoChem & BioSub Journal Vol. 9(3) 2015 ISSN 2170-1768 CAS-CODEN:PBJHB3

Al-Daihan, S., (2010) . Effect of plant molluscicides on selected enzymes related to energy metabolism in Biomphalaria arabica snails, mollusk an hosts to Schistosoma mansoni in Saudi Arabia. J. Egypt. Soc. Parasitol. 40, 187–195.

Bakry, F.A., (2009). Impact of some plant extracts on histological structure and protein patterns of Biomphalaria alexandrina snails. Global J. Mol. Sci. 4 (1), 34–41.

Baluku. B., Josens. G., Loreau. M. (1989).Etude préliminaire de la densité et de la répartition des mollusques dans deux cours d’eau du ZaIre oriental. Revue zool. Afr. – J. Afr. Zool., vol.103, pp. 291-302.

Belkacem. M et Jana. M. (2006).Curage et traitement molluscicide pour la lutte contre la Schistosomiase. Easten Mediterranean Health Journal., vol. 12, no. ., pp. 129-136.

Cuvier Georges (1769-1832) in Louis-François Jéhan, Dictionnaire historique des Sciences physiques et naturelles, J.-P. Migne éditeur, Paris, 1857, p. 401-402.

Dahane-Rouissat.L, Cheriti.A et Marouf.A. (2015), Activité molluscicide de quelques plantes saharienne (thèse doctorat en cours).

Dobo. A., Durand. P., Morand. S., Diakite. M., Langand. J., Establet. D. I., Doumbo. O., Jourdane. J. (1997) Distribution and genetic diversity of Schistosoma haematobium within its bulinid intermediate hosts in Mali. Acta Tropica., vol. 66, pp.15-26.

Gebremedhim. G., Adewunmi. C. O., Becker. W., Agbedahunsi. J. M., Dôrfler. G. (1994).Hirudinicidal activities of some natural molluscicid used in schistosomiasis control. Journal of Ethnopharmacology.,vol. 41, pp. 127-132.

Hassan, A.A., Mahmoud, A.E., Hassan, R.A., Huseein, E.A.M., (2011). Evaluation of Euphorbia Aphylla, Ziziphus Spina-Christi and Enterolobium contortisiliquum as Molluscicidal agents. J. Am. Sci.7 (8).

Khallaayoune. K., Madsen. H., Laamrani. H. (1998).Evaluation of three methods to control Bulinus truncates the intermediate host of Schistosoma haematobium in an irrigation scheme, Tessaout-Amont, morocco. Acta Tropica., vol. 69, pp. 51-63.

Khallouki. F., Hmamouchi. M., Younos. C., Soulimani. R., Bessiere. J. M., Essassi. E. M. (2000). Antibacterial and molluscicidal activities of the essential oil of Chrysanthemun viscidehirtum. Fitoterapia., vol. 71, pp. 544-546.

Klotz. F et Debonne. J. M. (1998).La bilharziose hépatique.Acta Endoscopica., vol. 28, no. 3, pp. 271-274.

Lévêque .C., (1975). Mollusques des herbiers à Ceratophyllum du lac Tchad: biomasses et variations saisonnières de la densité. Cah. O.R.S.T.O.M., sér.Hydrobiol., IX, 1 : 25-31.

88

~ 299 ~

Annexes

PhytoChem & BioSub Journal Vol. 9(3) 2015 ISSN 2170-1768 CAS-CODEN:PBJHB3

Maradufu. A. et Ouma. J. H. (1978).A new chalcone as a natural molluscicide from Polyconum senagalenese.Phytochemistry., vol. 17, pp. 823-824.Pergamon Press Printed in England.

Marston. A. et Hostettmann. K. (1985).Review article number 6: plants molluscicides.Phytochemistry., vol. 24, no. 4, pp. 639-652.

Marston. A., Maillard. M., Hostettmann. K. (1993). Search for antifungal, molluscicidal and larvicidal.Compounds from African medicinal plants. Journal of Ethnopharmacology., vol. 38, pp. 215-223.

Mello-Silva, C.C., Vasconcellos, M.C., Pinheiro, J., Rodrigus, M.L.A., (2006). Physiological changes in Biomphalaria glabrata (Say), (Pulonata: Planorbidae) caused by sublethal concentrations of the latex of Euphorbia splendens var. hisloppii N. E.B. (Euphorbiaceae). Mem. Inst. Oswaldo Cruz. 101 (1), 3–8.

Molgaard. P., Chihaka. A., Lemmich. E., Furu. P., Windberg. C., Ingerslev. F., Halliing- Sorensens. B. (2000). Biodegradability of the molluscicidal saponins of phytolacca dodecandra. Regulatory Toxicology and Pharmacology., vol. 32, pp. 248-255.

Morgam. J.A. T., Dejong. R. J., Kazibwe. F., Mkoji. G. M., Loker. E. S. (2003) A newly identified lineage of Schistosoma. International journal for parasitology., vol. 33, pp. 977-985.

N’goran. E., Bremoud. P., Sellin. E., Sellin. B., Theron. A. (1997).bIntraspecific diversity of Schistosoma haematobium in west Africa: chronobiology of cercarial emergence. Acta Tropica., vol. 66, pp. 35-44.

Nayama. M., Garba. A., Boulama-jackou. M. L., Toure. A., Idi. N., Nouhou. H., Decanter. C. (2007). Bilharziose uro-genitale a S. haematobium et infertilite Au Niger. Mali médical 2007, Tome. XXII, n°. 3, pp. 15-16.

Oetken. M., Bachmann .J., Schulte-Oehlmann U., and Oehlmann J. (2004). Evidence for endocrine disruption in invertebrates. Int Rev Cytol, 236 :1–44.

OMS. (1965) Molluscicide screening and evaluation. Bull. WHO., vol. 33, pp. 567- 581.

Perrett. S et Whitfield. P. J. (1996).Currently available molluscicides. Parasitology Today., vol. 12, no. 4, pp. 156-159.

Raccurt. C.P., EL Samad. Y., Chouaki. T., Borel. A., Agnamey. P., Totet. A., Schmit. J.L. (2007).Bilharziose à schistosoma mansoni au retour de guineé: défaillance du sérodiagnostic. Med Trop., vol. 67, pp.175-178.

89

~ 300 ~

Annexes

PhytoChem & BioSub Journal Vol. 9(3) 2015 ISSN 2170-1768 CAS-CODEN:PBJHB3

Ramanantsizehena. P et Ramirana. B. (2005).Système d’information géographique et épidémiologie de la bilharziose dans la région de Manadriana, Madagascar.Télédétection.,vol. 5, n°. 1-2-3, pp. 139-152.

Rawi. S. M., El-gindy. H., Abd-el-kader. A. (1996). New possible molluscicides from Calendula officinalis and Ammi majus. Ecotoxicology and Environmental safety., vol. 35, no. 0109, pp. 261-267.

Sermsart, B., Sripochang, S., Suvajeejarun, T., Kiatfuengfoo, R., (2005). The Molluscicidal activity of some Euphorbia milli hybrids against the snail Indoplanorbis exustus. Southeast Asian J. Trop. Med. Pub. Health 36 (4), 192–195.

Shahat, A.A., El-Barouty, G., Hassan, R.A., Hammouda, F.M., Abdel-Rahman, F.H., Mahmoud, A.S., (2008). Chemical composition and antimicrobial activities of the essential oil from the seeds of Enterolobium contortisiliquum. J. Environ. Sci. Health B 43 (6), 519–525.

Siddiqui, S., Verma, A., Rather, A.A., Japeen, F., Meghvansi, M.K., (2009). Preliminary phytochemicals analysis of some important medicinal and aromatic plants. Adv. Biol. Res. 3 (5–6), 188–195.

Singh, S.K., Singh, A., (2010). Metabolic changes in freshwater harmful snail Lymnaea acuminata due to aqueous extract of bark and leaf of Euphorbia pulcherima plant. Am. Euras. J. Toxicol. Sci. 2 (1), 13–19.

Schall. V. T., Vasconcellons. M. C., Rocha. R. S., Souza. C. P., Mendes. N. M. (2001).The control of the schistosome transmitting snail Biomphalaria glabrata by the plant molluscicide Euphorbia splendens Var. hislopii (sy milli Des. Moul): a longitudinal field study in an endemic area in Brazil. Acta Tropica., vol. 79, pp. 165-170.

Silva. T. M., Camara. C. A., Barbosa. T. P., Soares. A. Z., Da Cunha. L. C., Pinte. A. C., Vargas. M. D. (2005).Molluscicidal activity of synthetic lapachol amino and hydrogenated derivatives. Bioorganic and Medicinal Chemistry., vol.13, pp. 193-196.

Singh, S.K., Singh, A., 2010. Metabolic changes in freshwater harmful snail Lymnaea acuminata due to aqueous extract of bark and leaf of Euphorbia pulcherima plant. Am. Euras. J. Toxicol. Sci. 2 (1), 13–19.

Strahan. K., Kane. R. A., Rollinson. D. (1991).Development of cloned DNA probes for the identification of snail intermediate hosts within the genus Bulinus.Acta Tropica., vol. 48, pp117-126.

Tamboura. H. H. (2005).Ecological distribution, morphological characteristics and acute toxicity of aqueous extracts of Holarrhena floribunda (G. DON) Durand and schinz, Leptadenia hastate (pers) de dence and Casia sieberiana (DC) used by veterinary healers in Burkina Faso. Afr. J. Trad. CAM., vol. 2, no.1, pp.13-24.

90

~ 301 ~

Annexes

PhytoChem & BioSub Journal Vol. 9(3) 2015 ISSN 2170-1768 CAS-CODEN:PBJHB3

Tantawy, A., Mostafa, B.B., Sharaf El-Din, A.T., (2004). Molluscicidal activity of Synadenium grantii (Euphorbiaceae) against Biomphalaria alexandrina and Bulinus truncatus the intermediate host snails of schistosomiasis in Egypt and their infectivity with the parasite. Egypt. J. Sci. 14, 183–196.

Trifa – Boudraa. W. (2009). Caractérisation chimique des principes molluscicides des feuilles de Nerium oleander L. mémoire de magister.option : Substances thérapeutique d’origine naturelle. Universite de Constantine.

~ 302 ~

Résumé

Dans le présent travail, les parties aériennes de vingt et une plantes sahariennes (21) des différentes familles botaniques (Asteraceae; Amaranthaceae; Rhamnaceae; Brassicaceae; Plumbaginaceae; Capparidaceae; Caryophyllaceae; Fabaceae; Apocynaceae; Solanaceae ; Verbenaceae et Euphorbiacaeae) ont été utilisées pour évaluer leurs extraits aqueux (par macération ou à reflux) et les extraits organiques (acétoniques et méthanoliques avec ces fractions : hexanique, éthérique, dichlorométanolique, chloroformique, butanoliques…) pour l’activité nématicide (vis-à-vis nématodes phytoparasites à kyste : Globodera sp. et Heterodera sp. et molluscicide (vis-à-vis aux mollusques d’eau douce transporteurs des parasites : Lymnaea acumunata et Bulinus truncatus ). Les résultats sont exprimées en LC50 (taux de mortalité est égale à 50% de la population testée) par l’analyse des probits. Après l’extraction et le criblage phytochimique des extraits, l’évaluation a été réalisée sous des conditions expérimentales convenables aux cycles de vie de chaque spécimen zoologique (Température 24°C avec l’humidité et l’aération). Nos résultats ont montré des valeurs en LC50 intéressantes au regard des durées d’exposition (de 24 h à 96 h) au dessous des valeurs en LC50 des témoins positifs (produits nématicide et molluscicide commercialisés). Les taux des rendements les plus importants sont aperçus aux macérats de Warionea saharae (40.61 %) et Moricandia arvensis (L.)DC. (34.49 %), tandis que pour les fractions organiques, la valeur maximale en taux de rendement est de 4%, a été enregistrée pour la fraction dichlorométhanique d’Asteriscus graveolens (Forsk.)Less subsp. graveolens. Le criblage phytochimique a mis en évidence la présence de saponosides, flavonides et tannins, chez toutes les plantes étudiées. Les résultats de l’activité nématicide des extraits aqueux des plantes d’étude ont montrés une très forte activité vis-à-vis Globodera sp. avec les décoctés des plantes : Haloxylon articulatum après 72h , LC50 = 16,354 mg/ml et le macérat de la même plante a divulgué une activité importante avec LC50 : 10,379 µg/ml mais après 96h d’exposition des kystes. En revanche pour les extraits organiques, les valeurs sont très inférieurs au témoin positif, autant que la fraction dichlorométhane de Lantana camara (LC50 :0,098 μg/mL) présente la valeur minimale après 96h d’exposition. Autrement, après 24h d’exposition aux fractions, la valeur minimale en LC50 : 0,166 μg/mL a été signalée pour la fraction d’acétate d’éthyle d’Euphorbia retusa. Tandis que pour Heterodera sp. , les fractions organiques les plus actives sont acétate d’éthyle d’ Anvillea garcini subsp. radiata (Coss. & Dur.) LC50=0.96 µg/ml après 48 heures. Les résultats obtenus de l’activité molluscicide montrent la richesse des extraits en métabolites responsables de la mortalité des mollusques d’eau douce (Bulinus et Lymnaea), le contrôle positif (LIMACIDE PRO) a révélé une valeur en LC50=36,148 mg/ml, alors qu’il existe des valeurs en LC50 très inférieurs pour le macérat de Launaea nudicaulis (L) Hook f. après seulement 24 heures d’exposition (LC50=8,178 mg/ml), ce qui signifie une très bonne activité molluscicide de cet extrait. L’activité nématicide des extraits aqueux a révélé un fort effet ovicide et larvicide de quelques plantes testés durant une période d’exposition (de 24h à 96 heures) in vitro, ces dernières ont été confirmées In vivo, avec quelques extraits aqueux les plus active vis-à-vis aux kystes d’Heterodera pour les cultures de blé.

Mots clés : Plantes sahariennes; Macération; Reflux; Phytochimie; Nématicide; Molluscicide; Bulinus; Lymnaea; Globodera; Heterodera.

I