Taxonomia integrativa e biogeografia dos cascudos do gênero Lacépède, 1803 (Siluriformes: ) nas drenagens do Nordeste brasileiro

SILVIA YASMIN LUSTOSA COSTA ______Tese de Doutorado Natal/RN, Maio de 2020 1

SILVIA YASMIN LUSTOSA COSTA

Taxonomia integrativa e biogeografia dos cascudos do gênero Hypostomus Lacépède, 1803 (Siluriformes: Loricariidae) nas drenagens do Nordeste brasileiro

Tese apresentada ao Programa de Pós-Graduação em Sistemática e Evolução da Universidade Federal do Rio Grande do Norte, em cumprimento às exigências necessárias para obtenção do título de Doutora em Sistemática e Evolução.

ORIENTADOR: DR. SERGIO MAIA QUEIROZ LIMA CO-ORIENTADOR: DR. TELTON PEDRO ANSELMO RAMOS

NATAL-RN 2020

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Universidade Federal do Rio Grande do Norte - UFRN Sistema de Bibliotecas - SISBI Catalogação de Publicação na Fonte. UFRN - Biblioteca Setorial Prof. Leopoldo Nelson - •Centro de Biociências – CB

Costa, Silvia Yasmin Lustosa. Taxonomia integrativa e biogeografia dos cascudos do gênero Hypostomus Lacépède,1803 (Siluriformes: Loricariidae) nas drenagens do Nordeste brasileiro / Silvia Yasmin Lustosa Costa. - Natal, 2020. 180 f.: il.

Tese (Doutorado) - Universidade Federal do Rio Grande do Norte. Centro de Biociências. Programa de Pós-graduação em Sistemática e Evolução. Orientador: Prof. Dr. Sergio Maia Queiroz Lima. Coorientador: Prof. Dr. Telton Pedro Anselmo Ramos.

1. Cascudos - Tese. 2. DNA Barcode - Tese. 3. Rio Parnaíba - Tese. I. Lima, Sergio Maia Queiroz. II. Ramos, Telton Pedro Anselmo. III. Universidade Federal do Rio Grande do Norte. IV. Título.

RN/UF/BSCB CDU 597.2/.5

Elaborado por KATIA REJANE DA SILVA - CRB-15/351

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SILVIA YASMIN LUSTOSA COSTA

Taxonomia integrativa e biogeografia dos cascudos do gênero Hypostomus Lacépède, 1803 (Siluriformes: Loricariidae) nas drenagens do Nordeste brasileiro

Aprovado em 20 de maio de 2020

Banca examinadora

______Dr. Sergio Maia Queiroz Lima (UFRN) (Orientador)

______Dr. Cláudio Henrique Zawadzki (UEM)

______Dra. Lucia Rapp Py-Daniel (INPA)

______Dr. Pedro Hollanda Carvalho (UFRJ)

______Dr. Uedson Pereira Jacobina (UFAL)

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Dedico esse trabalho á Dona Monaliza e a Seu Silvio, meus pais, á quem dedico todo e qualquer êxito alcançado em minha formação.

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AGRADECIMENTOS

Agradeço à minha mãe, por todo incentivo na minha vida acadêmica, sempre me encantando com o seu amor pela sala de aula; agradeço ao meu pai, por ser a minha fonte de carinho diária, por todo amor e cuidado de vocês dois, muito obrigada. Agradeço à meu irmão Tallys, o aquarista mais consciente que conheço, obrigada por me fazer conviver e aprender com peixes desde que éramos crianças; à minha irmã, Nilma, por ser uma referência de força. Agradeço à meus irmãos e a minha amiga e cunhada Juliana, por terem me dado meus sobrinhos: Clara, Henry e Maria que sempre me alegravam durante a escrita da tese! Agradeço a paciência de Felipe, agradeço por entender com carinho os percalços que foi me acompanhar nessa caminhada. Agradeço à minha madrinha Farahyldes e ao Assis Júnior, pelo incentivo, e por me acolher em João Pessoa para que eu pudesse realizar as análises na Universidade Federal da Paraíba (UFPB). Obrigada à Dudé e Bela, que me ajudaram em Natal, no início do doutorado até eu conseguir um apartamento para residir. Agradeço à meu orientador Sergio Lima, por aceitar me orientar, agradeço por ter me incentivado a “sair da caixa”, e ampliar minha visão sobre a biologia, ademais, agradeço pelos bons momentos vividos nesses anos, pelos ensinamentos e também pelos “puxões de orelha” sempre construtivos. Agradeço à meu coorientador Telton Ramos, por confiar em mim e no meu trabalho, por “me aguentar” desde 2014 quando começou a me coorientar no mestrado, obrigada pela amizade construída, por tudo que me ensinou e claro, pela parceria em campo. Agradeço aos dois por terem confiado a taxonomia “dos Hypostomus do Nemo” nas mãos de uma ecóloga. Agradeço ao professor José Attayde e ao Rosemberg Menezes, pela bolsa DTI no projeto (CnPq: 421997/2018-4), do departamento de Ecologia da Universidade Federal do Rio Grande do Norte (UFRN), que me ajudou financeiramente no primeiro ano de doutorado (o qual conclui sem bolsa do programa). Agradeço à minha turma de doutorado pelos momentos compartilhados nas disciplinas, especialmente Mariana, Flávia e Rudy, á vocês duas, meninas, agradeço pela amizade sincera e companheirismo que construímos nesses quatro anos. Agradeço aos professores da pós-graduação em Sistemática e Evolução, que se fizeram mais: Bruno Bellini, Raquel Teodoro, Adrian Garda e Sergio Lima. Agradeço ao professor Cláudio Zawadzki pela disponibilidade dos dados dos tipos de Hypostomus, e por ter tirado várias dúvidas ao longo do projeto; ao professor Pedro Hollanda pela disponibilidade das sequências de ATPase subunidade 6 e 8; ao Tiago Pessali pelo envio de fotos de Hypostomus do São Francisco; à Márcia Anjos, pelo envio de amostras da UESB; à Renata e seus pais pela estadia na coleta do Parnaíba, e a professora Carla Rezende pelos espécimes de Hypostomus doados à UFPB. Agradeço ao técnico Paulo, do Instituto de Medicina Tropical da UFRN, por ter possibilitado o

6 uso do termociclador do departamento quando precisei. Agradeço ao professor Uedson Jacobina e Léo Calado pela parceria no campo do rio São Francisco, e à Dr. Ângela Zanata e ao Dr. Pedro Hollanda pelas valiosas contribuições no meu exame de qualificação. Agradeço ao professor Ricardo Rosa, pelo livre acesso a Coleção De Ictiologia da UFPB, e ao professor Robson Tamar por abrir as portas do Laboratório de Sistemática e Morfologia de Peixes desta instituição, pra que eu pudesse realizar as análises morfológicas do material, agradeço aos demais colegas desse laboratório, em especial ao meu amigo Leonardo Oliveira por sempre encontrar um abrigo para mim em João Pessoa, e pelo auxílio financeiro em nosso campo em troca de coletarmos os Characidiums; agradeço à Raizze pela acolhida oferecida, e à Yuri Ponce, pela ajuda na coleta do rio Parnaíba mesmo se autofinanciando. Agradeço à meus colegas de trabalho do Geefaa - Grupo de Estudos de Ecologia e Fisiologia de Animais Aquáticos (Valéria, Carol “loira”, Carol “morena”, Laiane, Cadu, Sávio, Matheus e Lucas) e LISE - Laboratório de Ictiologia Sistemática Evolutiva (ás ictiomulheres: Aninha, Flávia, Jéssica, Thaís, Nathália, Origilene, Eugenia, e aos meus amigos Márcio, Luciano, Luquinhas, Germano, Salú, Diego e Yuri), que juntos formam o Laboratório de Fauna Aquática da UFRN. Vocês são pessoas incríveis, e cada um me acrescentou um pouco como profissional e como pessoa, agradeço pelos momentos no laboratório, no campo, almoços, cafés, confraternizações e pela amizade. Em especial, agradeço a Flávia Pettean, pela ajuda nas análises moleculares e nas discussões de resultados, a Luciano Neto pelos ensinamentos e parceria no trabalho de bancada, no campo e nas análises. Agradeço à Jessica e ao Cleto pela amizade sincera ao longo desses anos que estive em Natal. Sem TODOS vocês o caminho teria sido mais difícil. Sentirei saudades! Agradeço à CAPES pela concessão da bolsa durante os três anos de doutorado, que foi primordial para que eu pudesse desenvolver meu projeto de pesquisa. Agradeço à Universidade Federal do Rio Grande do Norte e ao Programa de Pós-Graduação em Sistemática e Evolução (PPGSE) pelo apoio financeiro, que viabilizou a maioria das coletas desse projeto, e ao financiamento do sequenciamento de amostras e coletas dos exemplares de Hypostomus do rio São Francisco, pelo projeto de número: CnPq 425080/2016-1, sob coordenação do professor Uedson Jacobina. Agradeço a luz que sempre me guiou e torna meus dias mais leves. Agradeço à todos que não foram citados, mas que direto ou indiretamente foram importantes para que esse projeto fosse realizado, e para que eu chegasse bem até o fim.

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“Não há saber mais ou saber menos: há saberes diferentes.” Paulo Freire

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RESUMO

O Nordeste do Brasil abrange quatro biomas (Caatinga, Cerrado, Mata Atlântica e a Amazônia) e cinco ecorregiões hidrográficas continentais: Caatinga Nordeste e Drenagens Costeiras (CNDC), Parnaíba (PNB), São Francisco (SAFR), Mata Atlântica Nordeste (MANE), e Estuário da bacia Amazônica e Drenagens Costeiras (EADC). Nas últimas décadas, diversas espécies de peixes foram descritas destas ecorregiões, incluindo algumas de cascudos do gênero Hypostomus, o mais rico da família Loricariidae e um dos mais amplamente distribuídos em toda a região Neotropical. Em duas das cinco ecorregiões mencionadas acima (CNDC e PNB), são conhecidas nove espécies nominais de Hypostomus, sete para a CNDC e duas para a PNB. No entanto, muitas dessas espécies descritas até meados do século XX, possuem alguns problemas, como a falta de definição das localidades-tipo, poucos exemplares que compõe a série tipo e são diagnosticadas com base em poucos caracteres morfológicos externos. A variabilidade intraespecífica atua como fator dificultante da definição das espécies do gênero nas ecorregiões supracitadas, o que acarreta problemas ao avaliar o estado de conservação das mesmas. O objetivo do presente estudo foi realizar uma revisão taxonômica das espécies de Hypostomus nas ecorregiões CNDC e PNB, utilizando taxonomia integrativa, e discutir a diversificação do gênero nas drenagens do semiárido do Nordeste. Com base em nossos resultados, Hypostomus carvalhoi, H. jaguribensis, H. nudiventris, H. papariae e H. salgadae são sinônimos júnior de H. pusarum. A distribuição geográfica de H. pusarum foi expandida para a PNB e duas novas espécies do gênero, aqui descritas, foram reveladas para essa ecorregião. Fornecemos dados acerca da distribuição das espécies do gênero nas ecorregiões estudadas, e registramos a ocorrência de um total de seis espécies de Hypostomus (H. johnii, H. pusarum e H. vaillanti, duas descritas nesse estudo e outra possível espécie nova) na ecorregião PNB. Os resultados indicam que a riqueza de espécies do gênero na CNDC está superestimada, enquanto na PNB ainda é subestimada. Foram observadas relações filogenéticas entre um grupo de espécies da CNDC e PNB com as espécies da região Amazônica e das Guianas, assim como, foram evidenciadas relações pretéritas destas ecorregiões com o SAFR, e deste último com os tributários do sistema La Plata. Ademais, concluímos que o padrão de colorido das espécies evoluiu independentemente na maioria dos clados formados. Nossas inferências biogeográficas sugerem que houve pelo menos dois eventos de diversificação de Hypostomus na CNDC

9 e PNB, e no mínimo três no SAFR, e a maioria dos processos que atuaram nesses eventos da região do semiárido do Nordeste foram as capturas de cabeceiras. Segundo nossos resultados, as espécies se diversificaram entre o Mioceno tardio e o Plioceno, o que coincide com o período de menores temperaturas no globo, condição que possivelmente propiciou a expansão das áreas semiáridas da região.

Palavras-chave: Caatinga, Captura de cabeceiras, DNA Barcode, , rio Parnaíba.

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ABSTRACT

Northeast Brazil comprises four biomes (Caatinga, Cerrado, Atlantic Forest and the Amazon) and five continental hydrographic ecoregions: Northeast Caatinga and Coastal Drainages (CNDC), Parnaíba (PNB), São Francisco (SAFR), Northeast Atlantic Forest (MANE), and the Amazon Basin and Coastal Drainage Estuary (EADC). In the last decades, several species of fish have been described from these ecoregions, including some of the armored of the Hypostomus, the richest of the Loricariidae family and one of the most widely distributed in the entire Neotropical region. In two of the five ecoregions mentioned above (CNDC and PNB), nine nominal species of Hypostomus are known, seven for CNDC and two for PNB. However, many of these species described until the mid-twentieth century, have some problems, such as the lack of definition of the type localities, few specimens that make up the type series and are diagnosed based on few external morphological characters. Intraspecific variability acts as a complicating factor in the definition of species of the genus in the aforementioned ecoregions, which causes problems when assessing their conservation status. The aim of the present study was to carry out a taxonomic review of the species of Hypostomus in the CNDC and PNB ecoregions, using integrative , and to discuss the diversification of the genus in the drainages of the semiarid of the Northeast. Based on our results, Hypostomus carvalhoi, H. jaguribensis, H. nudiventris, H. papariae and H. salgadae are junior synonyms of H. pusarum. The geographical distribution of H. pusarum was expanded to the PNB and two new species of the genus, described here, were revealed for this ecoregion. We provided data on the distribution of the species of the genus in the studied ecoregions, and recorded the occurrence of six species of Hypostomus (H. johnii, H. Pusarum, H. vaillanti and two described in this study and another possible new species) in the ecoregion PNB. The results indicate that the species richness of the genus at CNDC is overestimated, while in the PNB it is still underestimated. Phylogenetic relationships were observed between a group of species from CNDC and PNB with species from the Amazon region and the Guianas, as well as past relationships between these ecoregions with the SAFR, and the latter with the tributaries of the La Plata system. In addition, we conclude that the color pattern of the species evolved independently in most formed clades. Our biogeographic inferences suggest that there were at least two Hypostomus diversification events at CNDC and PNB,

11 and at least three at SAFR, and most of the processes that acted on these events in the Northeast semiarid region were headland catches. According to our results, the species diversified between the late Miocene and the Pliocene, which coincides with the period of lower temperatures on the globe, a condition that possibly led to the expansion of the semiarid areas of the region.

Key words: Caatinga, Headwater Capture, DNA Barcode, Hypostominae, Parnaíba river.

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APRESENTAÇÃO

A presente tese encontra-se dividida em três capítulos. Uma introdução geral antecede o primeiro capítulo, na qual consta o estado da arte em torno dos principais temas que serão abordados no documento, incluindo um levantamento bibliográfico acerca da área de estudo, grupo taxonômico em questão e aspectos biogeográficos. No primeiro capítulo do trabalho é proposto a resolução de um complexo de espécies pertencentes ao grupo Hypostomus pusarum, contendo redescrição, sinonímias e descrição de uma nova espécie do Nordeste do Brasil, com base em taxonomia integrativa (morfologia tradicional e DNA barcode). No segundo capítulo visou-se estimar a distribuição das espécies do gênero Hypostomus que ocorrem na ecorregião Parnaíba, acrescido da descrição de uma nova espécie para a ecorregião, os resultados também baseiam-se nas metodologias integradas supracitadas. Por fim, no último capítulo duas filogenias com base nos marcadores mitocondriais ATP sintase subunidade 6 e 8 e Citocromo Oxidase 1 são propostas, contendo amostras de espécies de Hypostomus de drenagens adjacentes às ecorregiões hidrográficas: Caatinga Nordeste e Drenagens Costeiras (CNDC), Parnaíba (PNB) e São Francisco (SAFR).

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LISTA DE FIGURAS, TABELAS E ANEXOS CAPÍTULO 1 - Figuras Figura 1: Mapa com as localidades tipo (estrelas brancas) de cada espécie que compõe o complexo Hypostomus pusarum: Hypostomus pusarum (Bacia do rio Ceará-Mirim), H. jaguribensis (Bacia do rio Jaguaribe), H. salgadae (Bacia do rio Salgado), H. carvalhoi (Bacia do rio Granjeiro), H. papariae (Bacia do rio Trairí) e H. nudiventris (Bacia do rio Choró), e as ecorregiões: Caatinga Nordeste e Drenagens Csteiras (CNDC), Parnaíba (PNB), São Francisco (SAFR)...... 43 Figura 2: Análise de variáveis canônicas com dados morfológicos do complexo Hypostomus pusarum e Hypostomus sp. n.1...... 48 Figura 3: Árvore filogenética com inferência bayesiana para o marcador CO1, incluindo Hypostomus sp. n. 1 (em laranja), o clado do complexo Hypostomus pusarum (em amarelo), e outros congêneres. Os números acima dos ramos são valores de probabilidade posteriores. Siglas de ecorregião e bacias, respectivamente: SAFR (São Francisco), APO (Apodi-Mossoró), PAC (Piranhas-Açu), PB (Paraíba). mGMYC: Generalized Mixed Yule-Coalescent Multiple, sGMYC: Generalized Mixed Yule-Coalescent Single, ABGD: Automatic Barcode Gap Discovery, bPTP: Bayesian implementation of Poisson tree processes e mPTP: Maximum Likelihood implementation of Poisson tree processes...... 50 Figura 4: Árvore de Máxima Verossimilhança com relações filogenéticas do complexo Hypostomus pusarum e Hypostomus sp. n. 1 associadas à ocorrência das populações. À direita uma rede haplotípica das espécies do complexo Hypostomus pusarum e Hypostomus sp. n. 1, para o marcador molecular CO1, cada círculo representa um haplótipo e o tamanho dos círculos é proporcional a quantidade de indivíduos que possui o haplótipo. Os traços pretos entre os círculos indicam os passos mutacionais. Siglas das bacias hidrográficas: Ceará-Mirim (CEA), Jaguaribe (JAG), Granjeiro (GRA), Choró (CHO), Trairí (TRA), Salgadae (SAL), São Francisco (SFR) e Parnaíba (PNB)...... 52 Figura 5: À esquerda holótipo de Plecostomus pusarum: CAS-SU 22225, 142,6 mm CP. Localidade tipo: Rio Ceará-Mirim, Ceará-Mirim, Rio Grande do Norte, Brasil. Foto: Department of Ichthyology, Califórnia Academy of Sciences. À direita, topotipo de Hypostomus pusarum: UFRN 1127, 130,1 mm CP. Rio Ceará-Mirim, fazenda estrela do Norte, entre Ceará-Mirim e Taipu, Rio Grande do Norte...... 53 Figura 6: Espécimes vivos de Hypostomus pusarum fotografados imediatamente após a captura. Acima: Lote UFPB 7886, 183,4 mm Bacia do rio Ceará Mirim, Ceará Mirim, RN, Brasil. Abaixo: Lote UFRN 607, 120,1 mm SL, rio Umbuzeiro, afluente do rio Jaguaribe, Aiuaba, CE, Brasil...... 54

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Figura 7: Variação intraespecífica de Hypostomus pusarum. A- Manchas mais claras, menores e pouco espaçadas na região ventral, 123,2 mm CP; B- Manchas mais escuras, maiores e mais espaçadas, 117,4 mm CP. UFRN 608, Rio Umbuzeiro, Bacia do Rio Jaguaribe, São Nicolau, CE, Brasil...... 61 Figura 8: Desenvolvimento ontogenético das manchas inter-radiais da nadadeira dorsal de Hypostomus pusarum (A) UFRN 0255, 62,6 mm CP, Rio Seridó, a montante da Ilha de Santana, Caicó, Rio Grande do Norte, Brasil (B) UFRN 1127, 116,9 mm CP, Rio Ceará-Mirim, entre Ceará-Mirim e Taipu, Rio Grande do Norte, Brasil e (C) UFPB 7701, 170,4 mm CP, Rio Ceará- Mirim, Jardim de Angicos, Rio Grande do Norte, Brasil...... 61 Figura 9: Variação intraespecífica entre indivíduos de Hypostomus pusarum, coletados na mesma localidade. A- Presença de manchas escuras sobre o dorso, 78,5 mm CP. B- Ausência de manchas escuras sobre o corpo, manchas apenas nas extremidades da nadadeira dorsal e caudal, 70,1 mm CP. UFRN 5643, Açude Lagoa de Remígio, Remígio, Paraíba, Brasil...... 62 Figura 10 Distribuição de Hypostomus pusarum nas três ecorregiões: Caatinga Nordeste e Drenagens Costeiras (CNDC), São Francisco (SAFR) e Parnaíba (PNB)...... 63 Figura 11: Localidade tipo de Hypostomus pusarum, rio Ceará Mirim, Ceará-Mirim, Rio Grande do Norte, Brasil...... 65 Figura 12: UFRN 5666, 101,8 mm CP. Holótipo de Hypostomus. sp. n. 1. Rio Parnaíba, bacia do rio Parnaíba, Povoado de Manga, Barão de Grajaú, MA, Brasil...... 73 Figura 13: Coloração em vida de Hypostomus sp. n. 1 da bacia do rio Parnaíba. A- Lote UFRN 5668, 111,7 mm SL, Riacho Mulato, Amarante, Piauí. B- Lote UFRN 3043, 115,1 mm SL, Cachoeira do Pintado, afluente do rio Água Quente, Barreiras do Piauí, Piauí, Brasil...... 82 Figura 14: Distribuição de Hypostomus sp. n.1 nas bacias da ecorregião Parnaíba (PNB)...... 83 Figura 15: Localidade tipo de Hypostomus sp. n. 1. Rio Parnaíba, bacia do rio Parnaíba, Povoado de Manga, Barão de Grajaú, Maranhão, Brasil...... 84 Figura suplementar 1: À esquerda sintipo de Plecostomus carvalhoi: MNRJ28870, 94,3 mm CP. Localidade tipo: Rio Granjeiro, Crato, Ceará, Brazil. Foto: Cláudio Henrique Zawadzki. À direita, topotipo de H. carvalhoi: UFRN 2017, 124,35 mm CP. Rio Granjeiro, Crato, Ceará, Brasil...... 94 Figura suplementar 2: À esquerda holótipo de Plecostomus jaguribensis: ANSP39930, 97,0 mm CP. Localidade tipo: Rio Jaguaribe, Barro-Alto, Ceará, Brasil. Foto: Departamento de Ictiologia da Academia de Ciências da Califórnia. À direita, topotipo de Hypostomus jaguribensis: UFPB 9226, 141,7 mm CP. Riacho bom sucesso, Rio Jaguaribe, Ceará, Brasil...... 94 Figura suplementar 3: À esquerda holótipo de Plecostomus papariae: ANSP69398, 94,3 mm CP. Localidade tipo: Lago Papary, Rio Grande do Norte, Brasil. Foto: Departamento de Ictiologia

15 da Academia de Ciências da Califórnia. À direita, topotipo de Hypostomus papariae: UFRN 2304, 179,97 mm CP. Bacia do Rio Trairi, Coronel Ezequiel, RN, Brasil...... 95 Figura suplementar 4: À esquerda holótipo de Plecostomus nudiventris: ANSP69402, 56,8 mm CP. Localidade tipo: Rio Choró, Ceará, próximo a Fortaleza, Brasil. Foto: Departamento de Ictiologia da Academia de Ciências da Califórnia. À direita, topotipo de Hypostomus nudiventris: UFRN 4888, 129,60mm CP. Rio Choró, Chorozinho, CE, Brasil...... 95 Figura suplementar 5: A esquerda holótipo de Plecostomus salgadae: ANSP 69440, 21.1 mm CP. Localidade tipo: Rio Salgado, Icó, Estado do Ceará, Brasil. Foto: Departamento de Ictiologia da Academia de Ciências da Califórnia. E à direita, topotipo de Hypostomus salgadae: UFRN 5061, 58,05 mm CP. Rio Salgado, Icó, CE, Brasil...... 96 Figura suplementar 6: Espécime jovem vivo de Hypostomus pusarum, coletado no Rio Ceará- Mirim, após captura, acondicionado em aquário fotográfico. Setas pretas indicam manchas escuras transversais ao longo do corpo. UFRN 5654, 74,2 mm CP, Rio Ceará-Mirim, Ceara- Mirim, RN, Brasil...... 96 Tabelas Tabela I: Distâncias genéticas (Kimura 2 parâmetros), entre as espécies do complexo Hypostomus pusarum, Hypostomus sp. 1, Hypostomus sp. 4 e outros congêneres. Siglas para ecorregiões e bacias: SAFR (São Francisco), APO (Apodi-Mossoró), PAC (Piranhas-Açu), PB (Paraíba)...... 51 Tabela II: Dados morfométricos e merísticos da série tipo de Plecostomus jaguribensis. DP = Desvio Padrão, CP = Comprimento Padrão...... 54 Tabela III: Dados morfométricos e merísticos de Hypostomus sp. n. 1. N=20, CP = Comprimento Padrão, DP = Desvio Padrão...... 74 Tabela suplementar I: Dados morfométricos e merísticos da série tipo de Plecostomus carvalhoi. DP = Desvio Padrão, CP = Comprimento Padrão...... 97 Tabela suplementar II: Dados morfométricos e merísticos da série tipo de Plecostomus jaguribensis. DP = Desvio Padrão, CP = Comprimento Padrão...... 98 Tabela suplementar III: Dados morfométricos e merísticos da série tipo de Plecostomus papariae. DP = Desvio Padrão, CP = Comprimento Padrão...... 99 Tabela suplementar IV: Dados morfométricos e merísticos da série tipo de Plecostomus pusarum. DP = Desvio Padrão, CP = Comprimento Padrão...... 100 Tabela suplementar V: Dados morfométricos e merísticos da série tipo de Plecostomus nudiventris...... 101 Tabela Suplementar VI: Informações sobre o material de Hypostomus que foi sequenciado nesse estudo (Espécies, identificação dos códigos utilizados na filogenia, localidades, e números de tombo dos lotes testemunhos...... 103

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CAPÍTULO 2 – Figuras Figura 1: Análise de variáveis canônicas com dados morfológicos de algumas espécies de Hypostomus da bacia do rio Parnaíba...... 113 Figura 2: Árvore filogenética com inferência bayesiana para o marcador CO1, incluindo Hypostomus sp. n. 2, e demais congêneres que ocorrem na ecorregião Parnaíba e na ecorregião CNDC (Hypostomus pusarum e H. sertanejo). Os números acima dos ramos são valores de probabilidade posteriores...... 114 Figura 3: Hypostomus sp. n. 2, UFPB 9565, holótipo, 118.0 mm SL, rio Balsas, tributário do rio Parnaíba...... 116 Figura 4: (A) Hypostomus sp. n. 2, UFPB9565, Holótipo, 120.9 mm CP, com abdômen sem placas, e (B) Hypostomus johnii, UFPB 9533, 121.93 mm CP, com abdômen plaqueado...... 122 Figura 5: Coloração em vida de Hypostomus sp. n. 2, UFPB 9566, Parátipo, 88 mm CP. Rio Parnaíba, município de Santa Filomena, Piauí...... 123 Figura 6: Distribuição geográfica de Hypostomus sp. n. 2 na bacia do Rio Parnaíba, Nordeste, Brasil...... 124 Figura 7: A: Hypostomus johnii, UFPB 9533, 121,9 mm, rio São Nicolau, Santa Cruz dos Milagres, PI. B: Mapa de distribuição de H. johnii na ecorregião Parnaíba (PNB), estrela representa o ponto da localidade tipo de acordo com Ramos et al., 2017. C: Local onde H. johnii foi coletado, rio Jenipapo, Alto alegre, PI...... 125 Figura 8: A: Hypostomus vaillanti, UFRN 5648, 240,2 mm. Rio Parnaíba, Barão do Grajaú, MA, Brasil. B: Mapa de distribuição de H. vaillanti na ecorregião Parnaíba (PNB), estrela é referente a localidade tipo: Rio Preto, afluente do rio São Francisco. C: Local onde H. vaillanti foi coletado, Rio Parnaíba, Barão do Grajaú, MA...... 127 Figura 9: A: Hypostomus sp. 3 de Ramos et al., 2014, UFPB11117, 113,7 mm CP, Rio Guaribas, Vila Torrões, Picos, PI. B: Mapa com a distribuição do ponto de coleta de Hypostomus sp. 3 na ecorregião Parnaíba (PNB). C: Ponto de coleta da espécie, Rio Guaribas, Vila Torrões, Picos, PI...... 129 Figura 10: A: Hypostomus pusarum, UFPB 11566, 172,8 mm, Rio Poti, Crateús, CE. B: Mapa de distribuição da espécie na ecorregião Parnaíba (PNB). C: Ponto onde H. pusarum foi coletado, Rio Poti, Crateús, CE...... 130 Tabelas Tabela I: Distancia genética (Kimura 2 parâmetros) entre algumas espécies de Hypostomus e o grupo externo (Parotocinclus spilurus) que ocorrem na ecorregião Parnaíba, São Francisco e Caatinga Nordeste e Drenagens Costeiras...... 115

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Tabela II: Dados merísticos e morfométricos de Hypostomus sp. n. 2 da bacia do Rio Parnaíba, Brasil. DP: Desvio Padrão...... 118

Tabela Suplementar I.: Informações sobre o material de Hypostomus que foi sequenciado nesse estudo (Espécies, localidades, número de tombo de lotes testemunho), e códigos do GenBank...... 137 Anexo 1: Chave de identificação para as espécies do gênero Hypostomus (Ecorregiões Caatinga Nordeste e Drenagens Costeiras e Parnaíba)...... 139 CAPÍTULO 3 – Figuras Figura 1: Ecorregiões e províncias propostas como áreas ancestrais na diversificação das linhagens de Hypostomus do Nordeste Atlântico, composto pelas ecorregiões: Caatinga do Nordeste e Drenagens Costeiras (CNDC), Parnaíba (PNB) e São Francisco (SAFR). As demais foram consideradas conjuntamente seguindo Albert & Reis (2011): Amazonas (AMAZ), Guianas (GUIA), Sudeste Atlântico (SEAT) e La Plata (LAPL)...... 151 Figura 2: Árvore filogenética com inferência bayesiana para o marcador CO1 das espécies de Hypostomus e uma sequência do grupo externo Pterygoplichthys parnaibae. Os números acima dos ramos são valores de probabilidade posteriores. Regiões biogeográficas: Cinza: Guianas (GUIA), Verde: Amazonas (AMAZ), Vermelho: Parnaíba (PNB), Amarelo: Caatinga do Nordeste e Drenagens Costeiras (CNDC), Laranja: São Francisco (SAFR), Roxo: Sudeste atlântico (SEAT), Azul: La Plata (LAPL)...... 154 Figura 3: Árvore filogenética com inferência bayesiana para o marcador ATPase 6 e 8 das espécies de Hypostomus com ênfase nas bacias do NEAT e uma sequência de Panaque sp. como grupo externo. Os números acima dos ramos são valores de probabilidade posteriores. H: Holoceno. Regiões biogeográficas: Verde: Amazonas (AMAZ), Vermelho: Parnaíba (PNB), Amarelo: Caatinga do Nordeste e Drenagens Costeiras (CNDC), Laranja: São Francisco (SAFR), Roxo: Sudeste atlântico (SEAT), Azul: La Plata (LAPL)...... 155 Fig. 4: Figura 4: A - Filogenia calibrada a partir da análise BEAST e reconstrução de áreas ancestrais a partir do RASP, baseados no marcador CO1. Os gráficos de pizza indicam as áreas de distribuição mais prováveis do ancestral comum mais recente, e à esquerda uma legenda de cores para possíveis intervalos ancestrais nos nós. B- Regiões biogeográficas são representadas por cores: Cinza: Guianas (GUIA), Verde: Amazonas (AMAZ), Vermelho: Parnaíba (PNB), Amarelo: Caatinga Nordeste e Drenagens Costeiras (CNDC), Laranja: São Francisco (SAFR), Roxo: Sudeste Atlântico (SEAT), Azul: La Plata (LAPL). C- Diagrama de dispersão sobre os possíveis eventos de dispersão e vicariância com relação ao tempo de divergência das linhagens...... 157

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Figura Suplementar 1: Bioregiões propostas para a reconstrução biogeográfica. Os pontos de ocorrência das espécies de Hypostomus são representadas por estrelas e círculos. Os círculos representam o marcador ATPase 6 e 8, e as estrelas o CO1...... 170 Figura Suplementar 2: Análise de reconstrução biogeográfica baseada no marcador CO1. Eventos de especiação: círculos azuis ao redor do nó ancestral = Dispersão, círculos rosa = Vicariância. Círculos em frente ao nome da espécie estão indicando o padrão de colorido dos táxons, bolas pretas preenchidas: Manchas escuras sob corpo mais claro, bolas vazias: manchas claras sob corpo escuro, sinal de interrogação: não foi possível obter a informação. Parnaíba (PNB), Caatinga Nordeste e Drenagens Costeiras (CNDC), São Francisco (SAFR), Sudeste Atlântico (SEAT), La Plata (LAPL)...... 171 Figura Suplementar 3: Alguns morfótipos da região Nordeste Atlântico. A- Hypostomus pusarum (Caatinga Nordeste e Drenagens Costeiras); B- H. sertanejo (Caatinga Nordeste e Drenagens Costeiras), C- Hypostomus sp. 1 (Parnaíba), D- H. johnii (Parnaíba), E- Hypostomus sp. 2 (Parnaíba), F- H. vaillanti (Parnaíba), G- H. velhochico (Foto: Zawadzki et al. 2017) (São Francisco), H- H. alatus (São Francisco)...... 172 Tabelas Tabela I: Comparação dos resultados do BioGeoBears, de cada modelo testado (DEC, DIVALIKE e BAYAREA) adicionados do efeito fundador +j, para a estimativa de área ancestral das espécies de Hypostomus. Dispersão (d), extinção (e), efeito fundador (j) e valores de probabilidade de log (LnL), informações de Critérios de Akaike (AIC). O modelo mais adequado é aquele com o maior valor de AICc_wt...... 156 Tabela Suplementar I: Informações sobre as sequências das espécies de Hypostomus do presente estudo, referentes ao marcador mitocondrial CO1. Parnaíba (PNB), Caatinga Nordeste e Drenagens Costeiras (CNDC), São Francisco (SAFR), Sudeste Atlântico (SEAT), La Plata (LAPL)...... 173 Tabela Suplementar II: Informações sobre as sequências das espécies de Hypostomus do presente estudo, referentes ao marcador mitocondrial ATPase. Parnaíba (PNB), Caatinga Nordeste e Drenagens Costeiras (CNDC), São Francisco (SAFR), Sudeste Atlântico (SEAT), La Plata (LAPL)...... 175 Tabela Suplementar III: Nomenclatura das sequências baixadas do GenBank, e nomenclatura utilizada para cada uma dessas sequências no presente estudo. Guianas (GUIA), Amazonas (AMAZ), São Francisco (SAFR), Sudeste atlântico (SEAT), LaPlata (LAPL)...... 177

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SUMÁRIO 1. INTRODUÇÃO GERAL ...... 21 1.1. Ictiofauna das Ecorregiões Caatinga do Nordeste e Drenagens Costeiras (CNDC), Parnaíba (PNB) e São Francisco (SAFR) ...... 21 1.2. Biogeografia histórica das ecorregiões CNDC, PNB e SAFR ...... 24 1.3. O gênero Hypostomus Lacépède, 1803 ...... 26 1.4. Taxonomia integrativa ...... 27 2. OBJETIVOS ...... 30 2.1. Objetivo geral ...... 30 2.2. Objetivos específicos ...... 30 3. REFERENCIAS ...... 31 ______1° CAPÍTULO ...... 37 INTRODUÇÃO ...... 40 MATERIAIS E MÉTODOS ...... 42 Área de estudo ...... 42 Coleta de dados ...... 42 Dados morfológicos ...... 44 Análise de dados morfológicos ...... 45 Dados moleculares ...... 45 Análises filogenéticas e métodos de delimitação de espécies ...... 46 RESULTADOS ...... 47 Morfologia ...... 47 Filogenia ...... 48 DISCUSSÃO ...... 86 REFERENCIAS ...... 89 Material suplementar ...... 94 ______2° CAPÍTULO ...... 105 INTRODUÇÃO ...... 107 MATERIAIS E MÉTODOS ...... 109 Coleta de dados ...... 109 Dados morfológicos ...... 109 Análise de dados morfológicos ...... 110 Dados moleculares ...... 110 Análises filogenéticas e de delimitação de espécies ...... 111 RESULTADOS ...... 112

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Morfologia ...... 112 Filogenia ...... 113 DISCUSSÃO ...... 124 REFERÊNCIAS ...... 133 Material suplementar ...... 137 ANEXO 1 ...... 139 ______3° CAPÍTULO ...... 140 MATERIAIS E MÉTODOS ...... 147 Extração e Amplificação ...... 148 Edição de sequências e análises filogenéticas ...... 149 Reconstrução biogeográfica ...... 150 RESULTADOS ...... 152 Filogenia ...... 152 DISCUSSÃO ...... 158 Relações Filogenéticas ...... 158 Inferências biogeográficas ...... 160 REFERÊNCIAS ...... 164 Material suplementar ...... 170 CONCLUSÃO GERAL ...... 179

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1. INTRODUÇÃO GERAL

1.1. Ictiofauna das Ecorregiões Caatinga do Nordeste e Drenagens Costeiras (CNDC), Parnaíba (PNB) e São Francisco (SAFR)

A riqueza de espécies de peixes de água doce da região Neotropical, que inclui América do Sul e parte da América Central (México Tropical e Ilhas do Caribe), é estimada em cerca de 30% da fauna de peixes de todo o mundo, e a maior diversidade dessa fauna encontra-se na bacia Amazônica (Reis et al. 2016). Em 2003, foi verificado que o número total de espécies de peixes restritas à água doce atingia 4.475 espécies consideradas válidas para a região Neotropical e mais 1.550 estimadas a serem descritas (Reis et al. 2003). Os dados mais atuais, elevam para 6.255 espécies válidas de peixes de água doce descritas para a região Neotropical e a estimativa do número total de espécies gira em torno de 9.000 (Birindelli & Sidlauskas, 2018). O estudo mais amplo sobre a fauna de peixes dulcícolas do Brasil foi realizado por Buckup et al. (2007), que elencaram 2.587 espécies válidas de famílias de peixes de água doce consideradas válidas. Em 2014 foi lançada uma lista com cerca de 3.200 espécies válidas de peixes de água doce, que tiveram seu estado de conservação avaliado (Brasil, 2014). No entanto, esse número de espécies pode estar subestimado, visto que Dagosta & De Pinna (2019) compilaram 2.716 espécies de água doce apenas para a bacia Amazônica, cuja maior parte está representada no território brasileiro. Ainda que estudos acerca do conhecimento taxonômico da fauna de peixes no Brasil tenha sido considerado heterogêneo durante alguns anos (Rosa & Menezes, 1996;

Langeani et al. 2009), a ictiofauna da região do Nordeste, em particular, até pouco tempo atrás foi considerada uma lacuna de conhecimento (Rosa & Menezes, 1996; Langeani et al. 2009). Os esforços para inventariar a região vem crescendo gradativamente, e muitos estudos ictiofaunísticos foram realizados na última década, fornecendo um panorama mais atual da riqueza de espécies por bacias e ecorregiões (Silva et al. 2014; Ramos et al. 2014; Camelier & Zanata, 2014; De Paiva et al. 2014; Silva et al. 2015; Rodrigues-Filho et al. 2016; Costa et al. 2017; da Costa et al. 2017; Gouveia et al. 2017; Lima et al. 2017; Sarmento-Soares et al. 2017; Barbosa et al. 2017; Teixeira et al. 2017; Ramos et al. 2018; Oliveira-Silva et al. 2018; Berbel-Filho et al. 2018; Medeiros et al. 2019). Além do número de espécies, e endemismo relatado, o território brasileiro também se faz rico no que diz respeito a variedade de biomas continentais. O território do Nordeste do Brasil abrange quatro biomas: Amazônia, Caatinga, Cerrado e Mata Atlântica, sendo

22 os dois últimos considerados hotspots, ou seja, áreas de elevada biodiversidade e consideradas prioritárias para ações conservacionistas (Myers et al. 2000). Esses domínios fitofisionômicos variam muito, diferindo desde clima, relevo, regimes hidrológicos, até a composição ictiofaunística. Abell et al. 2008 propuseram uma divisão dos sistemas hídricos de água doce do globo em ecorregiões. Neste estudo, o Nordeste brasileiro foi dividido biogeograficamente em ecorregiões similares as de Rosa et al. (2003). No entanto, diferente deste último trabalho que dividiu as ecorregiões apenas sob domínio da Caatinga, Abell et al. (2008) também incluíram a região Amazônica, Mata Atlântica e Cerrado do Nordeste. Estes autores denominaram as ecorregiões do Nordeste em: Estuário da Bacia Amazônica e drenagens costeiras (ecorregião 323), Parnaíba (325), Nordeste Caatinga e Drenagens Costeiras (326), São Francisco (327) e Nordeste Mata Atlântica (328) (sensu Abell et al., 2008). Mais recentemente, com base na delimitação de Abell et al. (2008), Lima et al. (2017) sugeriram uma padronização na nomenclatura das ecorregiões hidrográficas que abrangem o bioma Caatinga no Nordeste: Maranhão-Piauí (MAPE), Nordeste Médio Caatinga (MNCE), São Francisco (SFRE), e Mata Atlântica do Nordeste (NAFE). No presente estudo foi adotada a nomenclatura proposta por Abel et al., 2008. A ecorregião Caatinga Nordeste e Drenagens Costeiras (CNDC) encontra-se entre a ecorregião Parnaíba (PNB) e São Francisco (SAFR), inserida em uma região onde predomina a Caatinga, caracterizada por ter o clima semiárido em sua maior extensão. A faixa litorânea dos Estados de Alagoas, Pernambuco, Paraíba e parte do Rio Grande do Norte encontra-se inserida no bioma de Mata Atlântica (Langeani et al. 2009; Berbel- Filho et al. 2018). A peculiaridade do clima semiárido está atrelada a fatores como a baixa precipitação, impermeabilidade do subsolo cristalino e a alta evapotranspiração, o que resulta em uma rede hidrográfica menos extensa como principal característica hídrica da região, e consequentemente, na intermitência dos seus rios (Rosa et al. 2003). Com base no último levantamento de peixes de água doce desta ecorregião, os autores elencaram 119 espécies distribuídas na CNDC, e um endemismo de 28% (Berbel-Filho et al. 2018). Os autores relatam incertezas taxonômicas que circundam a diversidade de peixes da ecorregião, com destaque para as espécies dos gêneros Hypostomus Lacepède 1803 e Pimelodella Eigenmann & Eigenmann 1888.

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A ecorregião Parnaíba encontra-se na porção norte-ocidental da Caatinga, e apresenta-se como uma zona de transição de biomas, devido ao fato de uma parte de sua extensão ser dominada por áreas de Cerrado. Essa ecorregião abrange a bacia do rio Munim, as pequenas bacias costeiras a leste dessa e a bacia do rio Parnaíba, nos estados do Maranhão e Piauí (Rosa et al. 2003). O principal rio da PNB é o Parnaíba, perene, e considerado o segundo maior rio do Nordeste, e o maior quando se fala em drenagens completamente inseridas na região (Rosa et al. 2003; Ramos et al. 2014). A bacia do rio Parnaíba apresenta suas cabeceiras localizadas na Serra Grande, Serra do Piauí, Serra das Mangabeiras, Serra de Ibiapaba e Chapada do Araripe, que operam como divisores de águas entre esta bacia e a bacia do Tocantins-Araguaia a oeste, as da CNDC a leste, e a bacia do rio São Francisco ao sul (Rosa et al. 2003; Ramos et al. 2014). Ramos et al. (2014) registraram 143 espécies de peixes de água doce, sendo 23 destas novos registros para a bacia, 25 espécies não descritas e sete introduzidas. Os autores indicaram um elevado nível de endemismo da ictiofauna do Parnaíba, de 36,8%, o que corresponde a cerca de 50 espécies. Sarmento-Soares et al. (2017) afirmam que a ecorregião Parnaíba é composta por 161 espécies de peixes de água doce, das quais 56 são prováveis espécies endêmicas da ecorregião. A ecorregião São Francisco é formada apenas pela bacia do rio São Francisco, este rio tem suas cabeceiras localizadas na Serra da Canastra em Minas Gerais e desagua entre os Estados de Alagoas e Sergipe (Rosa et al. 2003). O rio São Francisco é considerado o maior rio do Nordeste brasileiro e apresenta-se perene em grande parte de seu curso principal. Começa a drenar áreas de Caatinga no seu médio curso, onde apresenta trechos com regimes intermitentes, característicos do clima semiárido (Rosa et al. 2003). O rio São Francisco apresenta alto grau de riqueza e endemismo; Albert et al. (2011) estimaram um total de 181 espécies, e destas, 56% como endêmicas. Atualmente, estima-se que esse número chegue a aproximadamente 200 espécies, com um endemismo de 30% (Sarmento-Soares et al. 2017). Os inventários ictiofaunísticos das bacias hidrográficas de grande parte das ecorregiões do Nordeste brasileiro foram relativamente tardios. A maioria das espécies descritas das bacias da região são do século XX. Muitas dessas descrições são sucintas, com poucos caracteres diagnósticos, além de apresentarem problemas ou imprecisões nas localidades-tipo de algumas espécies (Ramos et al. 2014; 2016; Lima et al. 2017). Estes fatores têm gerado incertezas atualmente sobre a composição taxonômica dos peixes de

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água doce das ecorregiões nordestinas (Rosa et al. 2003; Barros et al. 2011; Ramos et al. 2014; 2016; Lima et al. 2017). Trabalhos recentes procuraram elucidar algumas dessas questões, como: a redescrição de Parotocinclus spilurus (Fowler, 1941) realizada por Ramos et al. (2016); redescrição de Hypostomus johnii (Steindachner, 1807) e sinonimização de Hypostomus eptingi (Fowler, 1941) (Ramos et al. 2017) e discussão sobre um possível erro de localidade tipo de Hypostomus papariae (Fowler, 1941) e outras espécies descritas para a Lagoa Papary, no Rio Grande do Norte (Medeiros et al. 2019).

1.2. Biogeografia histórica das ecorregiões CNDC, PNB e SAFR

A biogeografia é o ramo da ciência que busca entender como os fatores geomorfológicos influenciaram na distribuição atual das espécies, assim como outros processos que atuaram na evolução da paisagem, tudo isso é pautado geralmente em uma escala de tempo e espaço (Lomolino et al. 2004; Tagliacollo et al. 2015). Os eventos geomorfológicos de determinada área, atuam fortemente nos processos de especiação das linhagens dos organismos. A vicariância e dispersão são os processos de especiação mais conhecidos, no que diz respeito à distribuição da ictiofauna neotropical (Posadas et al. 2006; Montoya-Burgos, 2003). A dispersão se dá quando a linhagem consegue transpor uma barreira, seja ela geológica ou ecológica, se movimentando assim, para outra região, enquanto a vicariância trata do surgimento de um evento geológico que separa uma linhagem em duas, ou seja, a fragmentação de uma área biótica (Crisci et al. 2009).

Os sistemas hidrográficos da região Neotropical estão sob constantes processos de ruptura e coalescência das bacias de suas drenagens, sendo esses fatores, primordiais para gerar especiação da fauna íctica dulcícola (Albert & Reis, 2011). As capturas de cabeceiras, ocorrem quando uma bacia é interrompida por um evento alopátrico, e esta drenagem se conecta à outra bacia adjacente (Wilkinson et al. 2006; Tagliacollo et al. 2015; Lima et al. 2017). Enquanto a exposição da plataforma continental, devido as flutuações do nível do mar, promoveram recorrentes isolamentos e conexões por paleodrenagens, essas flutuações aconteceram em sua maioria no período do Plioceno e Pleistoceno (Fleming et al. 1998 ; Miller et al. 2011; Thomaz & Knowles, 2018).

Estudos biogeográficos para a região do Nordeste do Brasil ainda são incipientes, porém, alguns pioneiros como Agassiz & Agassiz (1938), Roberts (1968), Paiva (1978),

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Vari (1989) e Rosa et al. (2003), avaliaram a similaridade da ictiofauna de água doce e chegaram à conclusão de que ictiofauna das drenagens do PNB se assemelham mais a das drenagens Amazônicas, do que às demais drenagens do Nordeste (CNDC e SAFR). Esses estudos vêm sendo corroborados por trabalhos atuais, que a partir de ferramentas modernas com o uso da biologia molecular permitiu fazer inferências biogeográficas (Montoya-Burgos, 2003; Costa et al. 2018; Machado et al. 2018).

No que diz respeito ao partilhamento de espécies do PNB com as da bacia do rio São Francisco, uma hipótese de relações pretéritas foi levantada por Mabesoone (1994). Esta hipótese defende que, devido a ajustes tectônicos, houve uma mudança de curso no rio São Francisco, que deixou de seguir para o norte unindo-se com o rio Parnaíba, e passou a fluir para o leste, com a foz situada em sua posição atual. Este processo que deu origem a essa posição teria findado no período do Pleistoceno. Com essa mudança de curso, as faunas das bacias dos rios Parnaíba e São Francisco passaram a ter histórias evolutivas distintas. Trabalhos filogeográficos para organismos terrestres corroboram a hipótese de Mabesoone (Coutinho-Abreu et al. 2008; Nascimento et al. 2013).

No estudo realizado por Montoya-Burgos em 2003, com representantes do gênero Hypostomus, ele apresenta a hipótese hidrogeológica, caracterizada por eventos de captura de cabeceiras gerando geodispersão, e por apresentar espécies de uma mesma região que não formam clados irmãos, isto é, não são linhagens monofiléticas. Esses eventos hidrogeológicos foram observados entre as drenagens costeiras do Nordeste do Brasil e as bacias da Amazônia, e ocorreram durante o recuo do mar, seguido pela coalescência das bacias no período entre o Plioceno e Mioceno (Montoya-Burgos, 2003).

A mesma hipótese parece estar atrelada a alguns eventos de captura de cabeceiras entre as drenagens do São Francisco com o Alto Paraná, como foi reportado em alguns estudos (Montoya-Burgos, 2003; Buckup, 2011). As relações geológicas pretéritas sobre os padrões atuais de distribuição das espécies do São Francisco são pautas para alguns questionamentos, que permeiam desde muito tempo entre alguns autores, isso porque, Vari (1988) e Lima & Caires (2011), afirmam que a fauna de peixes dessa bacia é híbrida, já que ela partilha espécies com todas as bacias adjacentes à mesma.

A mudança do curso do Rio São Francisco também foi responsável pela mudança evolutiva nas paisagens da ecorregião da CNDC, através do soerguimento de alguns platôs cristalinos, como o Planalto da Borborema, e a Chapada do Araripe, eventos

26 ocorridos durante o Mioceno (Costa et al., 2018). Os estudos são escassos a respeito da biogeografia das drenagens da CNDC com táxons aquáticos, porém, um recente trabalho com peixes das espécies Cynolebias e Hypsolebias, evidenciou uma antiga conexão da bacia do Rio Jaguaribe (CNDC) com o Rio São Francisco, com base em um estudo molecular (Costa et al., 2018).

1.3. O gênero Hypostomus Lacépède, 1803

A ordem Siluriformes compreende atualmente cerca de 39 famílias, 490 gêneros, e cerca de 3.849 espécies válidas (Fricke et al. 2020). A família Loricariidae é a mais representativa da ordem Siluriformes, com 1.006 espécies válidas, com aproximadamente 227 descritas na última década, e uma distribuição restrita à região Neotropical, ocorrendo desde a Costa Rica até a Argentina (Fricke et al. 2020). Dentro de Loricariidae encontra-se a subfamília Hypostominae, atualmente com 483 espécies descritas, considerada monofilética, com base em um amplo estudo utilizando caracteres osteológicos, de morfologia externa e análise do trato digestivo (Armbruster, 2004). Para a tribo Hypostomini o gênero Hypostomus é o que apresenta maior número de espécies descritas, atualmente contendo cerca de 149 espécies (Queiroz et al. 2020), distribuídas na América Central e América do Sul (Zawadzki et al. 2016). Lacépède, descreveu o gênero Hypostomus em 1803 (“Hypo” = baixo, “stoma”= boca), e sua etimologia refere-se à posição da boca das espécies que compõem o grupo, caracterizada por ser uma ventosa com posição inferior, presente em um corpo achatado dorsoventralmente. Os cascudos deste gênero habitam majoritariamente ecossistemas dulcícolas, desde ambientes lênticos com sedimento lamoso até habitats com fortes correntezas e alto fluxo de oxigênio, chegando inclusive a habitar águas salobras estuarinas (Weber, 2003; Casatti et al. 2005; Sá-Oliveira & Isaac, 2015; Lujan et al. 2015). As espécies de Hypostomus conseguem assimilar nutrientes de ambientes muitas vezes inóspitos para qualquer outro loricariídeo (Armbruster, 2003; Silva et al. 2016). A maioria das espécies desse gênero, alimentam-se de recursos como detritos lenhosos submersos, sedimento, algas, perifíton e madeira (espécies do grupo H. cochliodon), itens que são considerados pobres em nutrientes, mas que ainda assim, conseguem suprir as necessidades fisiológicas desses peixes (Armbruster, 2004; Villares- Junior et al. 2016). Uma característica peculiar de espécies de Hypostomus, partilhada por outros grupos de loricariideos e também de calictídeos, é a respiração acessória

27 através de trocas gasosas realizadas no estômago das espécies (Grahan & Braid, 1982), essa adaptação capacita as espécies desses grupos a sobreviver à situações de hipóxia (Cardone et al. 2006). A plasticidade fenotípica é reportada dentro dos loricariideos como fator dificultante para estabelecer relações de parentesco por meio da morfologia externa (Armbruster, 2004; Ferraris, 2007; Anjos et al. 2020). Especificamente para Hypostomus, a variação intraespecífica de caracteres considerados diagnósticos, tais como, coloração e padrão de manchas, principalmente em espécies amplamente distribuídas, vem sendo um obstáculo para a delimitação das espécies dentro do gênero (Cardoso et al. 2019; Queiroz et al. 2020). Montoya-Burgos (2003) sugere que os clados mais especiosos de Hypostomus surgiram no período do Mioceno de 12 a 4 Milhões de anos (Montoya-Burgos, 2003). O sucesso adaptativo do gênero serviu de modelo de estudo de diversos trabalhos nos últimos anos (Armbruster, 2003; Montoya-Burgos, 2003; Zawadzki et al. 2004; Armbruster, 2004; Zawadzki et al. 2008; Hollanda-Carvalho et al. 2016; Silva et al. 2016; Anjos et al. 2020; Queiroz et al. 2020). Porém o grupo ainda é conhecido por sua taxonomia complexa, caracteres morfológicos diagnósticos sutis e ainda a sobreposição de alguns caracteres merísticos (Anjos et al. 2020), o que torna a delimitação de suas espécies e filogenia do grupo um desafio para os taxonomistas. Durante muito tempo o gênero Hypostomus foi considerado parafilético e diagnosticável apenas por simplesiomorfias, o parafiletismo foi corroborado por análises morfológicas e moleculares (Armbruster 2004; Zawadzki et al., 2012). Porém, recentemente a monofilia do gênero foi fortemente suportada com base em filogenias moleculares (Cardoso et al., 2012, 2019; Silva et al., 2016; Queiroz et al., 2020).

1.4. Taxonomia integrativa

Desde a implementação do sistema lineano, a taxonomia vem há décadas trabalhando na delimitação de espécies através do conceito fenético, pautado em análises morfológicas, que perpetua como sendo o método mais eficaz para diagnosticar os táxons. Porém, algumas dificuldades permeiam no âmbito taxonômico atualmente, e entre elas, a maior talvez seja chegar a um consenso sobre a unidade taxonômica a qual a maioria dos trabalhos giram em torno: espécie (Padial et al. 2010).

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Com o passar do tempo alguns outros métodos foram incorporados aos estudos taxonômicos morfológicos no processo de delimitação de espécies, e a integração de metodologias para chegar a um consenso da unidade taxonômica em questão, dá-se o nome de taxonomia integrativa (Padial et al. 2010; Fujita et al. 2012). A taxonomia integrativa é a ciência que busca delimitar espécies, com base na maior quantidade de diferentes abordagens possíveis, tais como, morfologia, dados genéticos, ecologia, fisiologia, comportamento, distribuição e filogeografia da unidade de estudo (Dayrat, 2005). Nos últimos anos, foi crescente o desenvolvimento de técnicas de análises moleculares no âmbito da delimitação de espécies como ferramenta para a taxonomia, e os esforços foram voltados tanto a genes mitocondriais quanto nucleares (Sandoval, 2013). E em 2003, foi padronizada uma técnica conhecida popularmente por DNA barcode, a partir do gene mitocondrial Citocromo Oxidase subunidade 1 (CO1). Este método mostrou-se eficaz em avaliações moleculares intra e interespecíficas de diversos grupos (Hebert et al. 2003; Ward et al. 2005; Kerr et al. 2007; Smith et al. 2007). O DNA barcode consiste em um fragmento de DNA com cerca de 650 pares de base, que são comparados afim de solucionar questões de incertezas taxonômicas, essa abordagem veio de modo a auxiliar taxonomistas na delimitação de linhagens e consequentemente identificação de novos táxons (Pereira et al., 2013). A aplicação de marcadores moleculares pode auxiliar na resolução de incertezas taxonômicas e na definição de unidades evolutivamente significantes (ESU) (Eizirik, 1996), além de detectar possíveis variações intrapopulacionais advindas de diversidade oculta (Fisch-Muller et al. 2018). Nesse contexto, a morfologia atrelada aos dados genéticos vem sendo utilizada em questões taxonômicas de espécies de Loricariidae (Fish-Muller et al. 2018), e mais especificamente no gênero Hypostomus (Cardoso et al. 2012; Cardoso et al. 2019; Anjos et al. 2019).

Porém, é importante que mesmo com uma ampla base de dados moleculares, essa não venha ser uma metodologia exclusiva, mas sim, complementar à taxonomia morfológica tradicional, dando dessa forma, mais robustez a delimitação das espécies ou solução de complexos de espécies com variações intraespecíficas (Dayrat, 2005; Padial et al. 2010; Fish-Muler et al. 2018). A maioria das espécies de Hypostomus das ecorregiões PNB e CNDC são similares no seu padrão de coloração (apresentam manchas arredondadas escuras sobre

29 corpo com coloração clara) e apresentam sobreposição de caracteres merísticos, portanto são de difícil identificação. Além de poucos caracteres diagnósticos na morfologia externa, a coloração das espécies varia intra-especificamente, e existe a presença de polimorfismos intrapopulacionais (Zawadzki et al. 2012). Estes fatores causam confusões e podem resultar em dificuldades de trabalhos taxonômicos e de relações de parentesco entre as espécies.

As espécies com o padrão de colorido supracitado que foram descritas para bacias distintas no CNDC são: Hypostomus pusarum (Starks, 1913) para a bacia do Rio Ceará- Mirim no estado do Rio Grande do Norte, H. jaguribensis (Fowler, 1915) para a bacia do rio Jaguaribe, H. carvalhoi (Miranda Ribeiro, 1937) para o Rio Granjeiro, H. nudiventris (Fowler, 1941) da bacia do rio Choró, H. salgadae (Fowler, 1941) para a sub-bacia do Rio Salgado, bacia do Jaguaribe, essas últimas no estado do Ceará, e H. papariae (Fowler, 1941) para o Lago Parary, na bacia do rio Trairí, Rio Grande do Norte (Fowler, 1941; Rosa, 2004; Medeiros et al., 2019). Já para a ecorregião PNB duas espécies nominais apresentam tal padrão de colorido: H. johnii (Steindachner, 1807) e H. vaillanti (Steindachner, 1807), porém, em 2014, um trabalho de levantamento da ictiofauna da bacia do rio Parnaíba, listaram quatro prováveis novas espécies para o gênero na ecorregião (Ramos et al. 2014).

As espécies do gênero Hypostomus das ecorregiões do Nordeste apresentam uma oportunidade singular de investigar o padrão de distribuição das linhagens de peixes de água doce da região Neotropical e compreender um pouco sobre os resultados dos processos paleo-hidrológicos na região (Montoya-Burgos, 2003). As descrições antigas apresentam escassez de informações, caracterizações incompletas e uso de poucos exemplares na série-tipo, o que dificulta a identificação das espécies e compromete avaliações de diversidade e conservação (algumas espécies foram classificadas como deficientes de dados, na última avaliação do ICMBio).

Assim, é necessário uma revisão sistemática do gênero Hypostomus nas ecorregiões hidrográficas PNB e CNDC, com vistas a avaliação da riqueza de espécies do gênero e grau de endemismo das mesmas, bem como se faz interessante, um estudo acerca das relações de parentesco das espécies do gênero que ocorrem no Nordeste, com congêneres de drenagens adjacentes, de forma a buscar trazer à ciência informações sobre a diversificação do gênero nas ecorregiões do Nordeste brasileiro.

30

2- OBJETIVOS

2.1. Objetivo geral

O objetivo do presente estudo foi realizar uma revisão taxonômica das espécies de Hypostomus nas ecorregiões hidrográficas Parnaíba (PNB) e Caatinga Nordeste e Drenagens Costeiras (CNDC), utilizando taxonomia integrativa, e discutir a diversificação do gênero em drenagens no semiárido do Nordeste brasileiro.

2.2. Objetivos específicos

- Verificar através de análises morfológicas e moleculares (DNA barcode), a validade taxonômica e relações filogenéticas das espécies de Hypostomus descritas para as ecorregiões do PNB e CNDC;

- Redescrever as espécies da CNDC com padrão de colorido de manchas escuras sobre corpo com coloração mais clara;

- Descrever possíveis espécies novas;

- Estimar a atual distribuição geográfica das espécies do gênero nas bacias das ecorregiões CNDC e PNB;

- Investigar os padrões e processos envolvidos na diversificação de linhagens de Hypostomus nas ecorregiões PNB, CNDC e SAFR, e suas relações pretéritas com bacias adjacentes.

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3- REFERENCIAS

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______1° CAPÍTULO

Taxonomia integrativa do complexo de espécies Hypostomus pusarum (Starks)

(Siluriformes: Loricariidae) nas drenagens do Nordeste do Brasil

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Resumo

O gênero Hypostomus Lacépède, 1803, é o mais diverso dentro da família Loricariidae, sendo amplamente distribuído por toda região Neotropical. Suas relações sistemáticas são controversas e várias regiões de ocorrência e distribuição dessas espécies ainda é uma grande lacuna de conhecimento, como o Nordeste do Brasil. A primeira espécie do gênero descrita para a ecorregião Caatinga Nordeste e Drenagens Costeiras (CNDC) foi H. pusarum (Starks) da bacia do rio Ceará-Mirim, no Estado do Rio Grande do Norte. Em seguida, para mesma ecorregião foram descritas outras cinco espécies: H. carvalhoi (Miranda-Ribeiro), H. jaguribensis (Fowler), H. nudiventris (Fowler), H. papariae (Fowler) e H. salgadae (Fowler), todas com o mesmo padrão de manchas escuras sobre fundo com coloração mais clara, de difícil distinção entre elas, aqui denominado complexo de espécies H. pusarum. Entretanto, um trabalho recente utilizando DNA barcode, detectou uma baixa distância genética entre representantes do gênero Hypostomus, sugerindo novas revisões taxonômicas para elucidar as relações sistemáticas entre esses táxons. Sob esse âmbito, o objetivo do presente trabalho foi realizar um estudo taxonômico com todas as espécies deste complexo a partir da integração de métodos morfológicos e moleculares (DNA Barcode). Como resultado, a análise integrativa indicou que Hypostomus carvalhoi, H. jaguribensis, H. nudiventris, H. papariae e H. salgadae são sinônimos júnior de H. pusarum. Foram também analisados morfótipos com o padrão de colorido similar nas ecorregiões circunvizinhas, São Francisco (SAFR) e Parnaíba (PNB), a partir do qual ampliamos a distribuição geográfica de H. pusarum para a ecorregião PNB, e confirmamos sua presença na SAFR. As análises também revelaram uma nova espécie endêmica da ecorregião PNB com o mesmo padrão de colorido de H. pusarum, aqui descrita.

Palavras-chave: Cascudos, DNA Barcode, rio Parnaíba, nova espécie, peixes neotropicais.

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Abstract The genus Hypostomus Lacépède, 1803, is the most diverse within the Loricariidae family, being widely distributed throughout the Neotropical region. Their systematic relationships are controversial and several regions of occurrence and distribution of these species are still a great knowledge gap, such as the Northeast of Brazil. The first species of the genus described for the Caatinga Nordeste and Coastal Drainages (CNDC) ecoregion was H. pusarum (Starks) from the Ceará-Mirim river basin, in the State of Rio Grande do Norte. Then, for the same ecoregion, five other species were described: Hypostomus carvalhoi (Miranda-Ribeiro), H. jaguribensis (Fowler), H. nudiventris (Fowler), H. papariae (Fowler) and H. salgadae (Fowler), all with the same pattern of dark spots on a lighter colored background, difficult to distinguish between them, here called the H. pusarum species complex. However, recent work using DNA barcode, detected a low genetic distance between representatives of the genus Hypostomus, suggesting new taxonomic revisions to elucidate the systematic relationships between these taxa. In this context, the objective of the present work was to carry out a taxonomic study with all species of this complex based on the integration of morphological and molecular methods (DNA Barcode). As a result, the integrative analysis indicated that Hypostomus carvalhoi, H. jaguribensis, H. nudiventris, H. papariae and H. salgadae are junior synonyms of H. pusarum. Morphotypes with a similar color pattern were also analyzed in the surrounding ecoregions, São Francisco (SAFR) and Parnaíba (PNB), from which we expanded the geographical distribution of H. pusarum to the PNB ecoregion, and confirmed its presence in SAFR. The analyzes also revealed a new species endemic to the PNB ecoregion with the same color pattern as H. pusarum, described here.

Keywords: Armored catfish, DNA Barcode, Parnaíba river, new species, Neotropical fishes.

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INTRODUÇÃO

Loricariidae é a família mais representativa da ordem Siluriformes, com 1.006 espécies válidas, sendo 486 de seus representantes pertencentes à subfamília Hypostominae. Dentro de Hypostominae, Hypostomus é o gênero com o maior número de espécies atualmente, com cerca de 150 descritas (Fricke et al. 2020; Queiroz et al. 2020). As espécies desse gênero encontram-se distribuídas na América Central e América do Sul, podendo ser encontradas nos mais diversos tipos de habitats (Zawadzki et al. 2016). A morfologia do gênero, assim como da família Loricariidae, apresentam alguns caracteres merísticos que se sobrepõe entre as espécies, além disso, o padrão de colorido pode apresentar muitas variações intraespecíficas (Anjos et al. 2019). As espécies dulcícolas da região do Nordeste foram por muito tempo negligenciadas no âmbito taxonômico, porém, nas últimas décadas esse panorama vem sendo modificado. Ainda assim, gêneros como Hypostomus Lacepède 1803, Pimellodella Eigenmann & Eigenmann 1888, Parotocinclus Eigenmann & Eigenmann 1889, Pseudancistrus Bleeker 1862 e Characidium Reinhardt 1867, apresentam lacunas de informações taxonômicas nesta região (Lima et al. 2017). Em 1913, o naturalista Edwin Starks realizou um trabalho com peixes do Nordeste do Brasil e descreveu a primeira espécie do gênero Hypostomus para a Ecorregião do Caatinga Nordeste e Drenagens Costeiras (CNDC): Hypostomus pusarum (Starks, 1913), com localidade tipo rio Ceará-Mirim, no estado do Rio Grande do Norte. Posteriormente, da mesma ecorregião, foram descritas outras seis espécies, atualmente reconhecidas como sendo do gênero: Hypostomus jaguribensis (Fowler, 1915), H. carvalhoi (Miranda- Ribeiro, 1937), H. eptingi (Fowler, 1941), H. nudiventris (Fowler, 1941), H. papariae (Fowler, 1941) e H. salgadae (Fowler, 1941) todas com o mesmo padrão de manchas escuras sobre corpo com coloração mais clara, padrão este denominado aqui de complexo de espécies Hypostomus pusarum. Atualmente, a ecorregião contém sete espécies válidas, contando com a recente descrição de Hypostomus sertanejo Zawadzki, Ramos & Sabaj Pérez 2017, que apresenta o padrão de colorido com manchas claras sob corpo escuro (Zawadzki et al. 2017). Hypostomus eptingi, descrita com localidade Fortaleza no Ceará, foi também recentemente reavaliada e constatou-se que o material tipo se trata de H. johnii (Steindachner, 1877) que é endêmica da ecorregião Parnaíba (PNB), dessa forma H.

41 eptingi foi considerada sinônimo-júnior de H. johnii, e não foi encontrada na CNDC (Ramos et al. 2017). Os trabalhos de Fowler (1915, 1941), assim como, outros estudos envolvendo a descrição de espécies de peixes da região Nordeste do Brasil, por vezes provêm de descrições sucintas e sem diagnoses, além de problemas na identificação de localidade- tipo de algumas espécies (Ramos et al. 2016; Lima et al. 2017; Medeiros et al. 2019). Esses e outros problemas, como falta de amostragens em diversas bacias na região, vem gerando incertezas sobre a composição taxonômica dos peixes de água doce do Nordeste do Brasil (Rosa et al. 2003; Barros et al. 2011; Ramos et al. 2014; Ramos et al. 2016; Ramos et al. 2017; Lima et al. 2017). Lima et al. (2017) e Medeiros et al. (2019) afirmam que alguns táxons do complexo supracitado são difíceis de serem distinguidas de H. pusarum com base na descrição original. As espécies de Hypostomus com o mesmo padrão de cores apresentam variação na coloração externa intraespecificamente, assim como, variação ontogenética. Zawadzki et al. (2017) registraram H. pusarum na ecorregião do rio São Francisco, que até então, era encontrada apenas nas drenagens da CNDC. Tendo em vista as incertezas acerca das espécies de Hypostomus nas regiões citadas, é necessário uma revisão das espécies do gênero nas ecorregiões sob o domínio do bioma Caatinga. Para lidar com questões taxonômicas, os critérios e metodologias para a delimitação de espécies são muitas vezes utilizados isoladamente, e respondem as questões propostas. Porém, quando abordadas em conjunto, essas metodologias dão mais robustez aos resultados gerados. Esse processo de integração de métodos para fins de resolução taxonômica é denominado taxonomia integrativa (Queiroz 2005, 2007; Padial et al. 2010). No que se refere às espécies do gênero Hypostomus, já foi comprovado que existe uma acentuada variação intraespecífica (Zawadzki et al. 2020), o que sugere que a plasticidade fenotípica existente entre os espécimes pode dificultar a identificação dos táxons com base em taxonomia alfa (Queiroz et al. 2020). Quando a morfologia tradicional é atrelada a dados genéticos, ecológicos, de distribuição e padrões biogeográficos, muitas lacunas na delimitação das espécies podem ser resolvidas, a exemplo do que vem acontecendo com alguns grupos de peixes da região Neotropical (Guimarães et al. 2018; Fish-Muller et al. 2018; Anjos et al. 2019; Cardoso et al. 2019). Análises moleculares com DNA barcode (Citocromo oxidase subunidade 1), de topotipos de H. jaguribensis, H. papariae e H. pusarum, resultaram em uma distância

42 genética muito baixa entre essas espécies estudadas (Berbel-Filho et al. 2018). Dessa forma, o objetivo do presente trabalho foi realizar um estudo taxonômico do complexo H. pusarum, através de abordagem taxonômica integrada (dados morfológicos e moleculares) afim de verificar a validade das espécies desse complexo (H. carvalhoi, H. jaguribensis, H. nudiventris, H. papariae, H. pusarum e H. salgadae), todas elas descritas da ecorregião CNDC.

MATERIAIS E MÉTODOS

Área de estudo

A região do Nordeste do Brasil, encontra-se dividida em cinco ecorregiões hidrográficas: Estuário da bacia Amazônica e drenagens costeiras (EADC), Parnaíba (PNB), Caatinga Nordeste e Drenagens Costeiras (CNDC), São Francisco (SAFR) e Mata Atlântica Nordeste (MANE) (Abell et al. 2008). A CNDC compreende as bacias hidrográficas que ficam entre a ecorregião PNB e São Francisco, mais precisamente os principais rios que se encontram entre os estados Ceará e Alagoas (Fig. 1). A maioria dos rios dessa ecorregião são de regime intermitente, devido a aspectos como a baixa precipitação e alta evaporação, características do semiárido da região Nordeste do país. Embora a maior parte da extensão do CNDC encontre-se inserida no bioma Caatinga, uma pequena porção dessa ecorregião se encontra dentro dos limites da Mata Atlântica, nos quais os rios são perenes (Ramos et al. 2018; Ramos et al. 2019). Os dois maiores rios do Nordeste brasileiro, São Francisco e Parnaíba, que compõem as ecorregioes circunvizinhas ao CNDC, possuem regimes hidrológicos perenes, embora incluam alguns tributários intermitentes sob domínio da Caatinga (Ab’Sáber 1995; Rosa et al. 2003).

Coleta de dados

O material examinado foi coletado nas principais bacias da CNDC, além das bacias circunvizinhas: São Francisco e Parnaíba. Os espécimes de Hypostomus da CNDC, foram coletados nas suas respectivas localidades tipo, segundo a descrição das espécies: Hypostomus pusarum, rio Ceará-Mirim, bacia do rio Ceará-Mirim, Estado do rio Grande do Norte; H. jaguribensis, no rio Jaguaribe, H. salgadae do rio Salgado, H. carvalhoi do

43 rio Granjeiro, todas três da bacia do rio Jaguaribe; H. nudiventris do rio Choró, bacia do rio Choró, essas últimas todas no Estado do Ceará. Hypostomus papariae, tem como localidade-tipo o Lago Papary, no Rio Grande do Norte, que é uma lagoa litorânea. Em amostragens nesse ambiente não foram coletadas espécies do gênero Hypostomus, no entanto, consideramos os espécimes de Hypostomus coletados na bacia do rio Trairí, que deságua na lagoa Papary (Medeiros et al. 2019) (Fig. 1).

Figura 1: Mapa com as localidades tipo (estrelas brancas) de cada espécie que compõe o complexo Hypostomus pusarum: Hypostomus pusarum (Bacia do rio Ceará-Mirim), H. jaguribensis (Bacia do rio Jaguaribe), H. salgadae (Bacia do rio Salgado), H. carvalhoi (Bacia do rio Granjeiro), H. papariae (Bacia do rio Trairí) e H. nudiventris (Bacia do rio Choró), e as ecorregiões: Caatinga Nordeste e Drenagens Csteiras (CNDC), Parnaíba (PNB), São Francisco (SAFR).

Foram coletados espécimes do gênero Hypostomus com o padrão de colorido de H. pusarum, em outras grandes bacias da CNDC (Bacia dos rios Piranhas-Açu, Paraíba do Norte, Apodi-Mossoró), nas bacias do rio Parnaíba (PNB) e no rio São Francisco (SAFR). Também foram coletados espécimes de H. sertanejo do rio Jaguaribe, H. vaillanti e H.

44 johnii do rio Parnaíba e H. velhochico Zawadzki, Oyakawa & Britski 2017 da bacia do rio São Francisco, para fins comparativos. O material foi coletado com vários petrechos de pesca (arrasto, tarrafa, redes de espera, peneiras e puçás), anestesiados em campo com eugenol seguindo Lucena et al. (2013), e posteriormente fixados em formalina 10%. Após sete dias foram transferidos para etanol 70% (Malabarba & Reis 1987). Os indivíduos que foram utilizados para análise molecular, tiveram uma porção da nadadeira pélvica ou tecido da musculatura retirada em campo e fixado em álcool PA (99%), em seguida foram etiquetados individualmente, e tombados na Coleção de tecidos da Universidade Federal do Rio Grande do Norte.

Dados morfológicos

As medidas dos espécimes seguiram Boeseman (1968), modificado por Weber (1985) e Zawadzki et al. (2008). Contagens e a nomenclatura óssea seguiu Schaefer (1997), modificado por Oyakawa et al. (2005), sendo aferidos um total de 28 medidas morfométricas e nove merísticas. O comprimento padrão (CP) foi expresso em milímetros, e as demais medidas foram expressas em porcentagem do comprimento padrão (CP) e comprimento da cabeça (CC).

Quando necessário, foram realizadas análises osteológicas, com dupla coloração para amostras de ossos e cartilagens, de acordo com o procedimento de Taylor e Van Dyke (1985). A série tipo de H. pusarum que se encontra no CAS (Museu da Califórnia Academyc of Science) foi analisada, assim como, das demais espécies do complexo (H. jaguribensis, H. carvalhoi, H. papariae. H. nudiventris, H. salgadae), todos encontram- se no ANSP (Academy of Natural Sciences, Philadelphia), e foram aferidas todas as medidas e contagens das séries tipo, com exceção de H. salgadae.

Da ecorregião Caatinga Nordeste e Drenagens Costeiras foram medidos 20 exemplares de Hypostomus da bacia do rio Ceará-Mirim, 20 do rio Jaguaribe, cinco do rio Choró, quatro do rio Granjeiro, quatro do rio Salgado, 15 do rio Trairí, 20 da bacia do rio Paraíba do Norte, 20 do rio Piranhas-Açu, 12 do rio Apodi-Mossoró. Da ecorregião Parnaíba foram medidos 30 exemplares da bacia do rio Parnaíba, e da ecorregião São Francisco foram medidos 20 (bacias dos rios Pajeú e Brígida), totalizando 180 espécimes com comprimento padrão acima de 90 mm. Os indivíduos com comprimento padrão

45 inferior a 90 mm foram aferidos comprimento padrão (CP) e comprimento total (CT) de um total de 482 espécimes pertencentes ao complexo H. pusarum.

Análise de dados morfológicos

Com o intuito de verificar se os dados morfométricos das espécies do complexo Hypostomus pusarum, juntamente com as espécies com o mesmo padrão de colorido das ecorregiões SAFR e PNB eram diferentes entre si, utilizamos os dados para a realização de uma análise exploratória. A priori foi realizado a correção do efeito alométrico seguindo Lleonart et al. (2000), para eliminar os efeitos de colinearidade (Zuur et al. 2010), posteriormente foi realizado o VIF (valores de fator de inflação da variância) e após a essa análise, algumas variáveis foram retiradas, afim de que todas apresentassem um valor acima de cinco. Em seguida, com a finalidade de diminuir a dimensionalidade dos dados (Jolliffe 2002) foi realizado uma análise exploratória de componentes principais (ACP) e posteriormente, uma análise variável canônica (CVA) usando o pacote ggord (Beck 2017), e por fim foi feito uma análise Permanova para comparar os grupos. Todas as análises foram realizadas na plataforma R (R Core Team 2018).

Dados moleculares

Foram utilizados tecidos de 49 espécimes de Hypostomus, entre elas topótipos das espécies: Hypostomus carvalhoi, H. jaguribensis, H. nudiventris, H. papariae, H pusarum e H. salgadae coletados nas localidades tipo descritas nos respectivos artigos, Fowler (1915), Miranda-Ribeiro (1937) e Fowler (1941), e dos Hypostomus com o mesmo padrão morfológico das demais bacias da CNDC (Paraíba do Norte, Apodi Mossoró, Piranhas-Açu), assim como os da ecorregião São Francisco. Como grupo externo foi utilizada uma sequência de Parotocinclus spilurus (Fowler 1941). Da ecorregião PNB (bacia do rio Parnaíba), foram retirados tecidos de espécimes com morfotipos com mesmo padrão de colorido do complexo H. pusarum.

Ramos et al. (2014) se refere a três prováveis espécies novas com padrão de colorido de H. pusarum: Hypostomus sp. 1, Hypostomus sp. 2, Hypostomus sp. 3 e Hypostomus sp. 4. Para as análises do presente capítulo foram retirados tecidos de Hypostomus sp.1,

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Hypostomus sp. 4, H. johnii, H. sertanejo e H. velhochico, que também foram utilizados nas análises filogenéticas (Tab. Supl. I).

A extração do DNA foi feita usando o protocolo de extração salina (modificado de Bruford et al. 1992): Tampão de lise (Tris 1M Ph8, NaCl 5M, EDTA 0.5M Ph8, SDS 10%, Proteinase K 10mg/Ml e dH2O), posteriormente a precipitação em isopropanol (C3H8O) gelado, ressuspensão em água ultra purificada em Milli-Q, e a manutenção do DNA no freezer a -20°C.

A reação em cadeia da polimerase (PCR) foi realizada para o gene Citocromo Oxidase subunidade 1 (CO1), utilizando os iniciadores FishF1 (5’ TCAACCAACCACAAAGACATTGGCAC 3’), e FishR1 5’ TAGACTTCTGGGTGGCCAAAGAATCA 3’ (Ward et al. 2005). O programa de amplificação consistiu em uma desnaturação de 4 min a 94°C, seguido por 35 ciclos de 1 min a 94°C, 1min a 47°C e 1 min a 72°C, terminando numa fase de extensão de 5min a 72°C. O produto da PCR foi visualizado em gel de agarose a 1% corado com GelRed (Biotium). As etapas de purificação e sequenciamento foram realizadas pela empresa coreana Macrogen (http://www.macrogen.com), sendo que os sequenciamentos foram realizados no sentido Foward e Reverse.

Análises filogenéticas e métodos de delimitação de espécies

As sequências tiveram suas leituras editadas quando necessário no programa SeqMan (DNASTAR, Inc., Madison, WI), e alinhadas no programa MEGA 6.0 (Tamura et al. 2013), usando o algoritmo ClustalW (Thompson et al. 1994). Uma árvore filogenética a partir da reconstrução bayesiana no programa BEAST 1.8 (Drummond et al. 2012) foi realizada, utilizando o modelo de substituição nucleotídica HKY com distribuição Gama e sítios invariáveis (+G+I) determinado no programa MEGA 6.0 (Tamura et al. 2013), usando Akaike Iformation Criterion (AIC). O tempo de divergência das linhagens também foi calculado utilizando o programa BEAST 1.8 (Drummond et al. 2012), e para o relógio molecular foi utilizada uma taxa de mutação relaxada de 0.29% por milhões de anos, usada para o gênero Hypostomus no trabalho de Silva et al. (2016). Foram realizadas 106 corridas de MCMC (Markov Chain Monte Carlo), as árvores foram amostradas a cada 1.000 árvores, totalizando 10.000 árvores para cada análise. Foi utilizado 15.000 de burn- in (15% das 10.000.000 capturadas a cada 1.000 árvores), acessando valores de

47 probabilidade a posteriori dos nós utilizando o software Tree-Annotator v.1.8.1. (Drummond et al. 2012), e a visualização da convergência das cadeias de Markov foi realizada no Tracer 1.6 (Drummond et al., 2012). Foi realizada uma análise de Máxima-Verossimilhança no software MEGA 6 (Tamura et al. 2013), utilizando o modelo de substituição HKY, com distribuição Gama e sítios invariáveis (G+I), a árvore foi combinada aos dados de georreferenciamento dos pontos das localidades tipo das espécies do complexo H. pusarum, e plotadas em um mapa utilizando o software GenGIS v2.5.1 (Parks et al. 2013). Os cálculos de distância genética foram realizados no software MEGA 6.0. Para visualizar a diversidade haplotípica, foi realizada uma rede de haplótipos, utilizando o método TSC no software PopART (Leigh & Bryant 2015). Adicionalmente foram feitas cinco análises de delimitação de espécies unilocus, com o objetivo de definir as Unidades Taxonômicas Operacionais Moleculares (MOTUs). A análise Generalized Mixed Yule-Coalescent (GMYC Fujisawa & Barraclough, 2013) foi realizada com limiar único (sGMYC) e com limiar múltiplo (mGMYC), e foi executada a partir da importação de uma árvore ultramétrica realizada no BEAST 1.8, no servidor online (www.species.h-its.org). As análises de Bayesian implementation of Poisson tree processes (bPTP) assim como a de Máxima-Verossimilhança (mPTP) (Zhang et al. 2013), foram realizadas a partir da importação de uma árvore de Máxima Verossimilhança realizada no programa MEGA 6.0, ambas as análises consistem em uma estimativa de árvore genética, e foram realizadas no servidor online (www.species.h-its.org). Por fim, foi feita a análise Automatic Barcode Gap Discovery (ABGD), o método consiste nas distâncias genéticas calculadas a partir de um único locus, para a sua realização é importada a matriz de distância no formato MEGA, realizada no programa MEGA 6.0, no servidor online (https://bioinfo.mnhn.fr/abi/public/abgd/).

RESULTADOS

Morfologia Segundo os resultados da análise exploratória (Fig.2), os dados morfométricos ficaram estruturados principalmente nos dois primeiros eixos da análise, que explicou 72,3% da inércia total entre as populações (48.8% para o eixo 1 e 23.5% para o eixo 2),

48 e as medidas que apresentaram maiores variações foram: distância interorbital, base da nadadeira dorsal e altura do pedúnculo caudal. O plano morfométrico mostrou que a maioria dos indivíduos do complexo H. pusarum nas bacias da ecorregião CNDC se sobrepõem, além de H. cf. pusarum das ecorregiões PNB e SAFR, porém os morfótipos Hypostomus sp.1 e Hypostomus sp.4 da bacia do rio Parnaíba não se sobrepuseram aos demais, mas ficaram sobrepostos entre si, sendo aqui representados como Hypostomus sp. n. 1. O resultado da análise Permanova foi significativa, com p < 0.05.

Figura 2: Análise de variáveis canônicas com dados morfológicos do complexo Hypostomus pusarum e Hypostomus sp. n.1.

Filogenia

O alinhamento final contou com 612 pares de base. De acordo com a topologia (Fig. 3), o complexo H. pusarum forma um clado monofilético junto aos topótipos de H. carvalhoi, H. jaguribensis, H. nudiventris, H. papariae e H. salgadae, além de Hypostomus cf. pusarum da bacia do rio São Francisco, juntamente com representantes das demais bacias da CNDC (Paraíba do Norte - PB, Piranhas-Açu - PAC e Apodi- Mossoró - APO), com alto valor de suporte (probabilidade posterior: 1) por meio de inferência bayesiana. O clado do complexo H. pusarum é grupo irmão de Hypostomus sp. 1 e Hypostomus sp. 4 de Ramos et al. (2014), que se mostraram pertencer mesma espécie: Hypostomus sp. n. 1, da bacia do rio Parnaíba, com probabilidade posterior: 1. Com base no relógio molecular utilizado, é estimado que a linhagem da nova espécie do rio Parnaíba tenha se divergido do clado irmão (clado complexo H. pusarum)

49 aproximadamente a cerca de 2.8 Milhões de anos (Fig.3). A distância genética entre as espécies que integram o clado do complexo variou de 0.0 (entre H. pusarum e H. nudiventris) a 0.5% (entre H. salgadae e H. jaguribensis, e H. salgadae e H. cf. pusarum (PB)). A distância genética entre a nova espécie e o clado H. pusarum variou de 1.5% (entre H. jaguribensis e Hypostomus sp. 1) a 2.1% (entre H. salgadae e Hypostomus sp. 4), e a variação intraespecífica na nova espécie foi de 0.2% (entre os morfótipos de Hypostomus sp. 1 e Hypostomus sp. 4) (Tab. I). As análises de delimitação de espécies ABGD, sGMYC, mPTP e bPTP indicaram duas linhagens como o melhor número de partições, uma agrupando o clado da nova espécie: Hypostomus sp. 1 e Hypostomus sp. 4, e o outro clado constituído por representantes do complexo H. pusarum. Entretanto, a análise mGMYC indicou sete partições dentro do complexo H. pusarum e quatro partições entre Hypostomus sp. 1 e Hypostomus sp. 4, esse resultado pode ter sido ocasionado pelo fato da subdivisão do mGMYC ser mais sensível em captar sinais de estruturação populacional. Dessa forma, neste estudo, aceitamos duas como número mais provável de MOTUs (Fig.3).

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Figura 3: Árvore filogenética com inferência bayesiana para o marcador CO1, incluindo Hypostomus sp. n. 1 (em laranja), o clado do complexo Hypostomus pusarum (em amarelo), e outros congêneres. Os números acima dos ramos são valores de probabilidade posteriores. Siglas de ecorregião e bacias, respectivamente: SAFR (São Francisco), APO (Apodi-Mossoró), PAC (Piranhas-Açu), PB (Paraíba). mGMYC: Generalized Mixed Yule-Coalescent Multiple, sGMYC: Generalized Mixed Yule-Coalescent Single, ABGD: Automatic Barcode Gap Discovery, bPTP: Bayesian implementation of Poisson tree processes e mPTP: Maximum Likelihood implementation of Poisson tree processes.

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Tabela I: Distâncias genéticas (Kimura 2 parâmetros), entre as espécies do complexo Hypostomus pusarum, Hypostomus sp. 1, Hypostomus sp. 4 e outros congêneres. Siglas para ecorregiões e bacias: SAFR (São Francisco), APO (Apodi-Mossoró), PAC (Piranhas-Açu), PB (Paraíba).

1- 2- 3- 4- 5- 6- 7- 8- 9- 10- 11- 12- 13- 14- 15- 16- 17- 18- 1- Parotocinclusspirulus 2- Hjaguribensis 0,175 3- Hpusarum 0,173 0,002 4- 2853Hpapariae 0,173 0,002 0,000 5- 2851Hpapariae 0,173 0,002 0,000 0,000 6- Hcarvalhoi 0,173 0,003 0,002 0,002 0,002 7- Hsalgadae 0,172 0,005 0,003 0,003 0,003 0,002 8- Hnudiventris 0,173 0,002 0,000 0,000 0,000 0,002 0,003 9- HpusarumPB 0,173 0,003 0,002 0,002 0,002 0,003 0,005 0,002 10- HpusarumPAC 0,173 0,002 0,000 0,000 0,000 0,002 0,003 0,000 0,002 11- 2035HpusarumAPO 0,173 0,002 0,000 0,000 0,000 0,002 0,003 0,000 0,002 0,000 12- 2021HpusarumAPO 0,173 0,003 0,002 0,002 0,002 0,000 0,002 0,002 0,003 0,002 0,002 13- HpusarumSAFR 0,173 0,002 0,000 0,000 0,000 0,002 0,003 0,000 0,002 0,000 0,000 0,002 14- Hypostomussp.1 0,165 0,015 0,016 0,016 0,016 0,018 0,020 0,016 0,018 0,016 0,016 0,018 0,016 15- Hypostomussp.4 0,167 0,016 0,018 0,018 0,018 0,020 0,021 0,018 0,020 0,018 0,018 0,020 0,018 0,002 16- Hsertanejo 0,168 0,051 0,052 0,052 0,052 0,054 0,052 0,052 0,054 0,052 0,052 0,054 0,052 0,052 0,054 17- Hjohnii 0,176 0,051 0,051 0,051 0,051 0,052 0,054 0,051 0,052 0,051 0,051 0,052 0,051 0,052 0,054 0,038 18- 9008Hvelhochico 0,176 0,041 0,042 0,042 0,042 0,044 0,042 0,042 0,044 0,042 0,042 0,044 0,042 0,042 0,044 0,033 0,039 19- 9024Hvelhochico 0,178 0,042 0,044 0,044 0,044 0,046 0,044 0,044 0,046 0,044 0,044 0,046 0,044 0,044 0,046 0,031 0,038 0,002

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De acordo com os resultados obtidos a partir da rede de haplótipos, os indivíduos das bacias do Ceará-Mirim (CEA), São Francisco (SAFR), Choró (CHO) e Trairí (TRA) compartilham o mesmo haplótipo, enquanto os indivíduos da bacia do rio Granjeiro (GRA), rio Jaguaribe (JAG) e Salgado (SAL) apresentam um haplótipo exclusivo cada, todos do complexo H. pusarum estão diferindo entre si em poucos passos mutacionais. A espécie Hypostomus sp. n. 1 da bacia do rio Parnaíba (PNB), apresenta dois haplótipos exclusivos, com dez passos mutacionais do haplótipo da espécie do rio Ceará-Mirim

(Hypostomus pusarum) (Fig.4).

Figura 4: Árvore de Máxima Verossimilhança com relações filogenéticas do complexo Hypostomus pusarum e Hypostomus sp. n. 1. Associadas à ocorrência das populações. À direita uma rede haplotípica das espécies do complexo-pusarum e Hypostomus sp. n. 1, para o marcador molecular CO1, cada círculo representa um haplótipo e o tamanho dos círculos é proporcional a quantidade de indivíduos que possui o haplótipo. Os traços pretos entre os círculos indicam os passos mutacionais. Siglas das bacias hidrográficas: Ceará-Mirim (CEA), Jaguaribe (JAG), Granjeiro (GRA), Choró (CHO), Trairí (TRA), Salgadae (SAL), São Francisco (SFR) e Parnaíba (PNB).

A partir da comparação dos dados morfológicos e moleculares pudemos concluir com ambas as fontes de dados que o complexo H. pusarum é uma única espécie, amplamente distribuída na CNDC, ocorrendo em tributários do rio São Francisco (SAFR) e do rio Parnaíba (PNB), cujas sinonímias e redescrição foram realizadas. Também foi corroborado que Hypostomus sp. 1 (Ramos et al. 2014) é uma espécie nova que será formalmente descrita.

Hypostomus pusarum (Starks) Fig.: 5 e 6. Tab. II. Tab. Sup. IV.

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pusarum, Plecostomus Starks, 1913: 36. Localidade tipo: Ceará-Mirim, Brasil. Holótipo: CAS-SU 22225. Parátipos: CAS-SU 22221.

Figura 5: À esquerda holótipo de Plecostomus pusarum: CAS-SU 22225, 142,6 mm CP. Localidade tipo: Rio Ceará-Mirim, Ceará-Mirim, Rio Grande do Norte, Brasil. Foto: Department of Ichthyology, Califórnia Academy of Sciences. À direita, topotipo de Hypostomus pusarum: UFRN 1127, 130,1 mm CP. Rio Ceará- Mirim, fazenda estrela do Norte, entre Ceará-Mirim e Taipu, Rio Grande do Norte.

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Figura 6: Espécimes vivos de Hypostomus pusarum fotografados imediatamente após a captura. Acima: Lote UFPB 7886, 183,4 mm Bacia do rio Ceará Mirim, Ceará Mirim, RN, Brasil. Abaixo: Lote UFRN 607, 120,1 mm SL, rio Umbuzeiro, afluente do rio Jaguaribe, Aiuaba, CE, Brasil.

Tabela II: Dados morfométricos e merísticos de Hypostomus pusarum. N = 150, CP = Comprimento Padrão, DP = Desvio Padrão.

Holótipo Amplitude Média DP Comprimento padrão (mm) 142,6 91,5-206,2 132,5 28,3 Porcentagens do CP Comprimento pré-dorsal 41,6 36,1-61,8 40,0 2,2 Comprimento da cabeça 34,4 30-47,8 32,8 1,7 Largura cleitral 34,1 22,5-48,9 31,6 1,9 Altura da cabeça 21,2 10,0-33,9 19,5 1,7 Distância interdorsal 17,2 11,2-22,5 15,2 1,8 Comprimento do pedúnculo caudal 26,9 26,3-47,8 30,6 2,0

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Altura do pedúnculo caudal 10,5 9,0-15,7 10,1 0,6 Comprimento do espinho da nadadeira dorsal 36,6 12,4-44,8 31,1 3,8 Comprimento torácico 25,1 20,2-39,1 23,5 1,8 Porcentagens do comprimento da cabeça Largura cleitral 62,0 64,5-109,0 96,3 4,4 Altura da cabeça 61,6 51,9-71,0 59,8 3,5 Comprimento do focinho 63,0 58,3-67,2 62,9 1,6 Diâmetro orbital 14,2 10,2-16,8 13,6 1,4 Largura interorbital 41,6 36,9-46,3 40,4 1,9 Largura mandibular 51,4 40,5-58,7 50,5 3,9 Outras porcentagens Diâmetro orbital no comprimento do focinho 22,0 16,0-27,7 21,7 2,5 Diâmetro orbital na distância interorbital 34,3 25,5-44,8 33,8 4,2 Largura mandibular na distância interorbital 39,7 24,1-47,1 36,4 4,6 Comprimento do espinho dorsal no comprimento pré-dorsal 67,4 61,6-93,0 78,8 6,4 Comprimento do primeiro raio peitoral no comprimento pré-dorsal 82,6 66,5-92,5 80,2 4,6 Espinho ventral da nadadeira caudal no comprimento pré-dorsal 104,2 61,6-93,0 78,8 6,4 Comprimento do espinho da adiposa na altura do pedúnculo caudal 66,6 70,0-99,7 83,7 6,7 Altura do pedúnculo caudal no comprimento do pedúnculo caudal 39,0 27,2 - 39,7 33,3 2,1 Distância interdorsal na base da nadadeira Dorsal 60,0 50,3-74,6 59,0 5,6 Comprimento do lábio inferior na largura do lábio inferior 32,1 20,0-36,9 28,8 2,8 Contagens Amplitude Moda DP Série de placas medianas 26 25-27 26 0,35 Placas margeando o supraoccipital 3 3_3 3 0 Placas pré-dorsal 1 1_3 2 0,21 Placas da base da nadadeira dorsal 8 8_8 8 0 Placas entre as nadadeiras dorsal e adiposa 7 5_6 6 0,56 Placas entre as nadadeiras adiposa e caudal 4 3_5 4 0,4 Placas entre as nadadeiras anal e caudal 12 11_13 12 0,4 Dentes do pré-maxilar 35 18-49 32 6,34 Dentes do dentário 36 24-54 36 6,32

Hypostomus pusarum (Starks, 1913): 36, Pl. 6. Böhlke, 1953: 46 (catálogo de espécies tipo); Ferraris, 2007:259 (check-list de espécies); Isbrücker, 1980: 32 (catálogo de espécies); Burgess, 1989:432 (atlas de espécies marinhas e de água doce); Isbrücker 2001:28 (nomenclatura de gêneros); Isbrücker 2002:19 (nomenclatura de gêneros); Britski & Garavello 2002:287 (material comparativo); Reis et al. 2003:362 (check-list); Armbruster 2004:80 (compilação de literatura); Zanata et al. 2013:247 (material comparativo); Zanata & Pitanga 2016:231 (material comparativo); Zawadzki et al.

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2017:571 (material comparativo); Ramos et al. 2017:8 (material comparativo); Zawadzki et al. 2017 (material comparativo e foto de Hypostomus pusarum); Costa et al. 2017 (check-list); Costa et al. 2017 (check-list). jaguribensis, Plecostomus Fowler 1915:264. Localidade tipo: Rio Jaguaribe no Barro Alto, Brasil. Holótipo: ANSP 39930. Parátipo: ANSP 39931.

Hypostomus jaguribensis (Fowler 1915):264, Fig.3 Böhlke, 1953:46 (Catálogo de espécies tipo); Ferraris, 2007:259 (Check-list de espécies); Isbrücker, 1980: 32 (Catálogo de espécies); Burges, 1989:432 (Atlas de espécies marinhas e de água doce); Isbrücker 2001:28 (Nomenclatura de gêneros); Isbrücker 2002:19 (Nomenclatura de gêneros); Reis et al. 2003:362 (Check-list); Armbruster 2004:80 (Compilação de literatura); Zanata et al. 2013:247 (Material comparativo); Ramos et al. 2017:8 (Material comparativo); Zawadzki et al. 2017:571 (Material comparativo); Berbel-Filho et al. 2018 (Check-list) e Lima et al. 2017 (Check-list). carvalhoi, Plecostomus Miranda Ribeiro 1937:54. Localidade tipo: Rio Granjeiro, Crato, Ceará, Brasil. Lectótipo: MNRJ 924A. Paralectotipos: MNRJ 924 (3). Hypostomus carvalhoi (Miranda Ribeiro 1937):54, Miranda Ribeiro 1953:401: Ferraris, 2007:259 (Check-list de espécies); Böhlke 1984:124 (Catálogo de espécies); Miranda Ribeiro 1953:401 (Designação de lectótipo); Zawadzki et al. 2017:12 (Hipótese de que H. salgadae poderia ser sinônimo júnior de H. carvalhoi); Isbrücker 1980:21 (Catálogo de espécies); Burgess 1989:431 (Atlas de espécies marinhas e de água doce); Isbrücker 2001:28, 31 (Nomenclatura de gêneros); Isbrücker 2002:19 (Nomenclatura de gêneros); Reis et al. 2003:362 (Check-list); Armbruster 2004:80 (Compilação de literatura); Zanata et al. 2013:247 (Material comparativo); Zawadzki et al. 2017:571 (Material comparativo); Zawadzki et al. 2017 e Zawadzki et al. 2019 declaram MNRJ 28870 (2) como síntipos. Berbel-Filho et al. 2018 (Check-list) e Lima et al. 2017 (Check-list). nudiventris, Plecostomus Fowler 1941:147. Localidade tipo: Rio Choró, Ceará, próximo a Fortaleza, Brasil. Holótipo: ANSP 69402.

Hypostomus nudiventris (Fowler 1941):147, Figs. 44-46. Böhlke 1984:124 (Catálogo de espécies), Ferraris, 2007:259 (Check-list de espécies), Isbrücker 1980:29 (Catálogo de espécies), Burgess 1989:432 (Atlas de espécies marinhas e de água doce), Zanata et al. 2013:248 (Material comparativo), Zawadzki et al. 2017:12 (Material comparativo), Berbel-Filho et al. 2018 (Check-list), Lima et al. 2017 (Check-list).

57 salgadae, Ancistrus Fowler 1941:154, Figs. 56-58. Localidade tipo: Rio Salgado, Icó, Estado do Ceará, Brasil, 6°25'S, 38°50'W. Holótipo (único): ANSP 69440 (juvenil).

Hypostomus salgadae (Fowler 1941):154: Böhlke 1984:124 (Catálogo de espécies), Ferraris, 2007:300 (Check-list de espécies). Isbrücker 1980:56 (Catálogo de espécies), Burgess 1989:435 (Atlas de espécies marinhas e de água doce), Isbrücker 2002:12 (Nomenclatura de gêneros), Isbrücker 2001:25 (Nomenclatura de gêneros), Reis et al. 2003:318 (Check-list), Ferraris 2007:300 (Species inquirenda in Loricariidae), Armbruster et al. 2015:99 (Válido como Hypostomus salgadae), Zawadzki et al. 2017:10 (Possivelmente um sinônimo de Hypostomus carvalhoi), Berbel-Filho et al. 2018 (Check- list), Lima et al. 2017 (Check-list). papariae, Plecostomus plecostomus (Fowler 1941):145, Figs. 41-43 [Proceedings of the Academy of Natural Sciences of Philadelphia v. 93]. Localidade-tipo: Lago Papary, Rio Grande do Norte, Brasil. Holótipo: ANSP 69398. Parátipos: ANSP 69399 (1), 69400-01 (2).

Hypostomus papariae Fowler 1941:145, Figs. 41-43. Böhlke 1984:124 (Catálogo de espécies), Ferraris, 2007:300 (Check-list de espécies). Isbrücker 1980: 29 (Catálogo de espécies), Burgess 1989:432 (Atlas de espécies marinhas e de água doce), Isbrücker 2001:28, 31 (Nomenclatura de gêneros), Isbrücker 2002:19 (Nomenclatura de gêneros), Reis et al. 2003:361 (Check-list de espécies de água doce), Armbruster 2004:79 (Compilação de literatura), Zanata et al. 2013:247 (Material comparativo), Zawadzki et al. 2017:12 (Material comparativo), Ramos et al. 2017:8 (Material comparativo), Zawadzki et al. 2017:571 (Material comparativo), Berbel-Filho et al. 2018 (Check-list), Lima et al. 2017 (Check-list).

Diagnose

Hypostomus pusarum difere de H. albopunctatus, H. arecuta, H. commersoni, H. delimai, H. faveolus, H. luteus, H. luteomaculatus, H. meleagris, H. microstomus, H. myersi, H. multidens, H. regani, H. roseopunctatus, H. strigaticeps, H. tietensis e H. variipictus por apresentar manchas escuras sob corpo amarelo/acinzentado (vs. manchas claras sob corpo escuro). Difere de H. bolivianus, H. denticulatus, H. isbrueckeri, H. kuarup, H. mutucae e H. unae por apresentar uma quantidade inferior a 55 dentes no dentário (18-49) e a pré- maxila (24-54) (vs. dentário 65-115 e pré-maxila 60-110). Hypostomus pusarum distingue-se das espécies do grupo H. cochliodon sensu Armbruster (2003) por ter dentes

58 delgados bicúspides (vs. dentes em forma de colher e robustos), e por ter um ângulo do dentário entre 90 ° e 120 ° (vs. ângulos dentários de 80 a 90 graus). Hypostomus pusarum ainda difere de H. affinis, H. ancistroides, H. aspilogaster, H. basilisko, H. boulengeri, H. carinatus, H. hemiurus, H. hoplonites, H. micromaculatus, H. plecostomus, H. tapijara, e H. watwata por apresentar quilhas pouco conspícuas (vs. quilhas desenvolvidas e conspícuas); difere de H. jaguar por apresentar o primeiro raio inferior da nadadeira caudal maior do que o raio superior (vs. raios da caudal com quase o mesmo comprimento). Hypostomus pusarum difere de H. kuarup e H. melanephelis por apresentar o abdome quase todo coberto por placas, exceto nas inserções das nadadeiras pélvicas (vs. abdômen sem placas); difere de seus congêneres H. careopinnatus e H. levis pela presença da nadadeira adiposa (vs. ausência da nadadeira adiposa).; difere de H. bolivianus e H. perdido, por apresentar dentes bicuspidados (vs. dentes unicuspidados), difere de H. yaku por não apresentar odontódeos hipertrofiados nos flancos (vs. odontódeos hipertrofiados); de H. melanephelis por apresentar duas séries de manchas nas membranas interradiais da nadadeira dorsal (vs. uma série de manchas); de H. albopunctatus, H. commersoni, H. derbyi, H. formosae, H. paulinus, H. jaguar, H. leucophaeus, e H. perdido, por apresentar a nadadeira dorsal que ultrapassa em comprimento a nadadeira adiposa (vs. nadadeiras menores em comprimento que o início da nadadeira adiposa). Ademais, Hypostomus pusarum difere das espécies geograficamente próximas, H. alatus, H. francisci, H. margaritifer e H. sertanejo, por apresentar manchas escuras sobre corpo com coloração mais clara (vs. manchas claras sobre coloração mais escura), de H. garmani, H. lima e H. macrops por apresentarem manchas ocelares maiores que o diâmetro do olho vs. manchas menores que o diâmetro do olho em H. pusarum. Difere de H. vaillanti por apresentar manchas escuras sobre o corpo vs. vermiculações escuras sobre o corpo. Difere de H. subcarinatus e H. velhochico por apresentar corpo com quilhas fracas a moderadas vs. quilhas fortes e conspícuas. Difere ainda de H. johnii por apresentar uma quantidade inferior a 55 dentes que compõe o dentário e a pré-maxila (vs. dentário e pré-maxila com mais de 60 dentes).

Descrição: Dados merísticos e morfométricos na Tabela II. O maior exemplar mede 206,2 mm CP. Cabeça e focinho arredondados a partir de uma vista dorsal, suavemente triangular em alguns exemplares. Olhos de tamanho moderado, posicionados dorsolateralmente; margem dorsal da órbita não elevada a levemente elevada, e região interorbital reta. Maior

59 largura corporal na região do cleitro, afilando gradualmente até a nadadeira caudal. Região mais alta do corpo na inserção do primeiro raio não ramificado da nadadeira dorsal. Boca ventral, disco oral arredondado e presença de papilas em todo o lábio inferior, na porção mais próxima a boca as papilas são maiores e diminuem à medida que se afastam da cavidade oral; papila interna bucal grande e conspícua com vilosidades; aspecto rugoso. Lábio inferior sem atingir a linha transversal entre as aberturas branquiais. Dentários curtos, com ângulo entre 90° e 120°. Dentes bífidos, com a cúspide lateral maior do que a cúspide medial, levemente curvados em direção a cavidade bucal, e porções distais mais escuras (amareladas) do que as bases dos dentes (esbranquiçadas). Barbilhão geralmente menor do que o diâmetro do olho. Superfície dorsal e lateral da cabeça e de todo o corpo coberta por placas, com exceção de uma pequena porção nua na ponta do focinho em alguns exemplares, porção abaixo do lábio inferior e em toda a base da nadadeira dorsal. Perfil dorsal reto desde a porção inicial do focinho até a região interorbital, concavidade pouco atenuada desde a órbita até a inserção do primeiro raio da nadadeira dorsal. Perfil ventral reto desde a ponta do focinho até o raio inferior da nadadeira caudal, ventre coberto por placas diminutas em espécimes com comprimento padrão acima de 90 mm, exceto na região da inserção das nadadeiras pélvicas, peitorais e a região urogenital, em espécimes menores de 90 mm região ventral com áreas sem placas em alguns exemplares; região ventral do corpo consideravelmente reta, desde o focinho até a nadadeira anal. A placa pré-occipital com pequena elevação formando uma quilha pouco conspícua na cabeça. Região lateral do corpo com cinco fileiras de placas levemente quilhadas e com pequenos odontódeos, visibilidade das quilhas das placas laterais gradativas, mais facilmente observadas na primeira fileira de placas próxima à nadadeira dorsal. Placa pré-anal geralmente ausente. Nadadeira dorsal II, 7. Quando deprimida ultrapassa a base da nadadeira adiposa, em alguns indivíduos, atinge a base da nadadeira adiposa. Segundo raio da nadadeira dorsal levemente curvado. Nadadeira peitoral I, 6. Primeiro raio não ramificado da nadadeira peitoral levemente curvado, alargando-se à medida que se estende para a porção distal do raio; quando deprimido atinge a metade do comprimento do primeiro raio da nadadeira pélvica; odontódeos do primeiro raio não ramificado da nadadeira peitoral, aumentam de tamanho quando se direciona à porção distal.

60

Nadadeira adiposa desenvolvida e inserida cinco a sete placas após inserção posterior da nadadeira dorsal. Nadadeira pélvica i, 5. Primeiros raios das nadadeiras pélvicas afilados na base e na porção distal, alargam-se na porção medial, quando deprimido o primeiro raio atinge a metade da nadadeira anal em comprimento. Primeiro raio não ramificado da nadadeira adiposa comprimido e levemente curvado para dentro. Nadadeira caudal i, 14, i. Raio inferior caudal maior do que o raio superior caudal, não ramificados.

Coloração em álcool: Cabeça, dorso e nadadeiras com coloração cinza ou acastanhado, em alguns indivíduos castanho claro amarelado, quando fixado em formol e posteriormente acondicionado em álcool 70%; primeiros raios das nadadeiras peitorais e pélvicas amarelados na extremidade distal. A coloração do dorso é cinza quando fixado em álcool 96%. Manchas pequenas, arredondadas e escuras, próximas entre si na região da cabeça. Na região do dorso do corpo, manchas mais espaçadas entre si e pouco conspícuas, em alguns espécimes atendem a uma disposição longitudinal desde a placa onde se inicia a linha lateral até o final do pedúnculo caudal. Na região interradial das nadadeiras peitorais, pélvicas e anal uma única fileira de manchas mais escuras do que no dorso na maioria dos exemplares. Região ventral com coloração mais clara do que o dorso (marrom claro amarelado), manchas também mais claras do que as demais que recobrem o corpo, na região do tórax e abdômen as manchas são pequenas (menores que o diâmetro da pupila), aleatórias e próximas entre si na maioria dos indivíduos, porém em alguns exemplares, as manchas são maiores que o diâmetro da pupila e mais conspícuas, apresentando-se, esta última, como uma característica que varia intraespecificamente (Fig.7). Em alguns exemplares, é possível observar manchas escuras dispostas na região ventral do pedúnculo caudal, que vão desde a inserção na nadadeira anal até a inserção do raio inferior caudal (Fig.7b). A nadadeira dorsal apresenta apenas uma fileira de manchas transversais na área inter-radial mais escuras em indivíduos com comprimento padrão aproximadamente abaixo de 70 mm, uma fileira de manchas inconspícuas em indivíduos com aproximadamente entre 70 mm a 120 mm de comprimento padrão, e duas

61 ffileiras de manchas conspícuas em indivíduos adultos (acima de 150 mm) (Fig. 8), este padrão é variável ontogeneticamente.

Figura 7. Variação intraespecífica de Hypostomus pusarum. A- Manchas mais claras, menores e pouco espaçadas na região ventral, 123,2 mm CP; B- Manchas mais escuras, maiores e mais espaçadas, 117,4 mm CP. UFRN 608, Rio Umbuzeiro, Bacia do Rio Jaguaribe, São Nicolau, CE, Brasil.

Figura 8: Desenvolvimento ontogenético das manchas inter-radiais da nadadeira dorsal de Hypostomus pusarum (A) UFRN 0255, 62,6 mm CP, Rio Seridó, a montante da Ilha de Santana, Caicó, Rio Grande do Norte, Brasil (B) UFRN 1127, 116,9 mm CP, Rio Ceará-Mirim, entre Ceará-Mirim e Taipu, Rio Grande

62 do Norte, Brasil e (C) UFPB 7701, 170,4 mm CP, Rio Ceará-Mirim, Jardim de Angicos, Rio Grande do Norte, Brasil.

Coloração em vida: O padrão de coloração em espécimes vivos se assemelha ao dos espécimes fixados, exceto pela coloração marrom do corpo ser mais intensa, e as manchas mais escuras e conspícuas (Fig. 6). O opérculo da íris nos olhos de indivíduos vivos é visível e apresenta uma coloração bege clara, formando um entalhe no centro da íris escura, o que na maioria dos indivíduos fixados não pode ser observado. Em alguns indivíduos jovens em situação de estresse, quatro manchas transversais podem ser observadas ao longo do comprimento do corpo, a primeira próxima a inserção do primeiro raio da nadadeira dorsal, a segunda no final da nadadeira dorsal, a terceira no início da adiposa e a quarta, no pedúnculo caudal (Fig.Sup.6). Espécimes de Hypostomus pusarum foram encontrados no reservatório Lagoa de Remígio, no estado da Paraíba, bacia do rio Mamanguape, com variações intrapopulacionais no padrão de colorido, alguns espécimes apresentam grandes manchas escuras na parte dorsal, enquanto outros apresentam colorações mais escuras apenas nas extremidades da nadadeira caudal e dorsal (Fig.9).

Figura 9: Variação intraespecífica entre indivíduos de Hypostomus pusarum, coletados na mesma localidade. A- Presença de manchas escuras sobre o dorso, 78,5 mm CP. B- Ausência de manchas escuras

63 sobre o corpo, manchas apenas nas extremidades da nadadeira dorsal e caudal, 70,1 mm CP. UFRN 5643, Açude Lagoa de Remígio, Remígio, Paraíba, Brasil.

Distribuição e habitat: Hypostomus pusarum têm sido registrada em toda a ecorregião Caatinga Nordeste e Drenagens Costeiras: Bacias dos rios Jaguaribe, Coreaú, Cocó, Choró, Mundaú e Parnaíba (Ceará), bacias dos rios Ceará-Mirim, Piranhas-Açu, Apodi- Mossoró, Catu, Trairí, Potengi, (Estado do Rio Grande do Norte). Bacias dos rios Abiaí, Paraíba do Norte, Piranhas-Açu, Gramame, Mamanguape e Curimataú (Estado da Paraíba). Bacias dos rios Paraíba do Meio e Coruripe (Alagoas). Foram coletados também, espécimes na ecorregião do rio São Francisco, nas sub-bacias do rio Pajeú, Moxotó e rio Brígida (Pernambuco) e na ecorregião Parnaíba, no rio Poti. Nas bacias do Parnaíba e São Francisco a espécie só foi encontrada sob dominio de áreas de Caatinga, enquanto na CNDC, alguns poucos pontos encontram-se em trechos de bacias costeiras sob o domínio da Mata Atlântica (Fig. 10).

Figura 10: Distribuição de Hypostomus pusarum nas três ecorregiões: Caatinga Nordeste e Drenagens Costeiras (CNDC), São Francisco (SAFR) e Parnaíba (PNB).

Notas ecológicas e habitat: Hypostomus pusarum é encontrada em ambientes com substrato rochoso, forte correnteza, e alta transparência da água como é o caso de trechos em que a espécie foi coletada no rio Piranhas-Açu, assim como também é encontrada em

64 ambientes lênticos, com substrato lamoso e alta turbidez, como ambientes de barramento (açudes). No rio Ceará-Mirim, localidade-tipo da espécie (Fig. 11), o ambiente em que foi coletado, é caracterizado como trecho perene de corredeira, com presença de vegetação marginal e sedimento rochoso, nesse ponto de coleta H. pusarum coexiste com outras espécies como: Astyanax aff. bimaculatus (Linnaeus), Characidium bimaculatum Fowler, Cichlasoma orientale Kullander, Cheirodon jaguaribensis Fowler, Compsura heterura Eigenmann, Crenicichla menezesi Ploeg, Eleotris pisonis (Gmelin), Hemigrammus marginatus (Ellis), Hemigrammus rodwayi Durbin, Hoplias malabaricus (Bloch), Leporinus piau Fowler, Poecilia vivipara Bloch & Schneider, Serrapinnus heterodon (Eigenmann), Serrapinnus piaba (Lütken), Serrapinnus potiguar Jerep & Malabarba, Synbranchus aff. marmoratus Bloch, e Steindachnerina notonota (Miranda- Ribeiro). No Rio Jaguaribe e Salgado, ocorre em sintopia com H. sertanejo (Zawadzki, Ramos & Sabaj). Os indivíduos da espécie também foram coletados em ambientes de reservatórios como: açude Oiticica, Quixadá - CE, açude da Trincheira - RN, Santa Cruz - RN, açude Soledade - PB, Jatobá - PB, Epitácio Pessoa - PB, Argemiro de Figueiredo - PB, Taperoá - PB, Remígio - PB, açude Gergelim - PE, Varzinha - PE, Barriguda – PE entre outros, que são caracterizados por apresentar um regime lêntico, e sedimento lamoso, alguns apresentavam macrófitas nas margens, enquanto outros não. No reservatório Argemiro de Figueiredo - PB, por exemplo, o ambiente com sedimento lamoso não apresentava macrófitas em sua margem e muito antropizado, nesse ecossistema a espécie coexiste com: Prochilodus brevis Steindachner, Triportheus signatus (Garman), Apareiodon davisi Fowler, Hoplias malabaricus (Bloch), Plagioscion squamosissimus (Heckel), Crenicichla menezesi (Ploeg), Geophagus brasiliensis (Boulenger) e Oreochromis niloticus (Linnaeus).

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Figura 11: Localidade tipo de Hypostomus pusarum, rio Ceará Mirim, Ceará-Mirim, Rio Grande do Norte, Brasil.

Estado de conservação: De acordo com sua ampla área de distribuição geográfica, sendo recentemente coletada em toda ecorregião hidrográfica Caatinga Nordeste e Drenagens Costeiras, nos estados do Ceará, Rio Grande do Norte, Paraíba, Pernambuco e Alagoas, na ecorregião SAFR no estado de Pernambuco, e na ecorregião Parnaíba no estado do Ceará, Hypostomus pusarum não encontra-se em nenhuma das categorias de risco de extinção (IUCN) e, por esse motivo, propõem-se aqui que a espécie seja classificada como de menor interesse (LC) na União Internacional para a Conservação da natureza (IUCN) categorias e critérios (Padrões da IUCN Subcomissão de Petições, 2019) atualizando sua atual distribuição, bem como os sinônimos aqui propostos. Ainda que a espécie encontre- se como (LC) segundo os critérios da IUCN, os impactos regionais podem a longo prazo ameaçar a espécie gradativamente em alguns locais. Vale ressaltar que a espécie foi encontrada em uma ESEC (Estação Ecológica de Aiuaba), Unidade de Conservação da categoria de proteção integral, que encontra-se localizada no sertão de Inhamuns no estado do Ceará.

Nomes comuns: Cascudo, Chupa-pedra, Bodó, Limpa-vidro.

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Material examinado: Todos do Brasil. Rio Ceará-Mirim - Estado do Rio Grande do Norte: CAS 122225, 1, 142.6 mm CP, rio Ceará-Mirim, holótipo. CAS 122221, 4, 94.4- 141.7 mm CP, parátipos. NUP 14685, 10, 64.70-180.30 mm CP, rio Ceará Mirim, Ceará- Mirim. UFRN 185, 15, 51.89-133.99 mm CP, Rio Ceará-Mirim, Ceará-Mirim, 22-III- 2012, topótipos. S. Lima et al. UFRN 842, 4, 65.86-121.39 mm CP, a jusante da barragem da Usina São Francisco, Ceará-Mirim, 05°38'7''S 35°24'24''W, 06-V-2012, topótipos, R. Frigo, N. Tasso, H. Soares, R. Sobral, J. Almeida e F. Gomes. UFRN 563, 3, 56.56-70.67 mm CP, Ajusante da barragem da Usina São Francisco, Ceará-Mirim, 5°38'7''S 35°24'24''W, 15-IX-2012, topótipos, S. Lima, W. Berbel, P. Rubim, R. Frigo, A. Bonfim. UFRN 1063, 7, 76.06-117.73 mm CP, A jusante da Usina São Francisco, Ceará-Mirim, 15-IX-2013, topótipos, S. Lima, W. Berbel, P. Rubim, R. Frigo, A. Bonfim. UFRN 1125, 5, 56.71-70.64 mm CP, Rio Ceará-Mirim, fazenda estrela do Norte, entre Ceará-mirim e Taipu, 05°37' S 35°33' W, 01-IV-2012, R. Frigo, N. Tasso, H. Soares, R. Sobral, J. Almeida. UFRN 1127, 6, 66.27-130.41 mm CP, Rio Ceará-Mirim, fazenda estrela do Norte, entre Ceará-Mirim e Taipu, 05°37' S 35°33' W, 23-III-2012, topótipos, R. Frigo, N. Tasso, H. Soares, R. Sobral, J. Almeida. UFRN 119, 2, 120.16-160.49 mm CP, Rio Ceará- Mirim, RN, Brasil, 22-IV-2012, R. Frigo, R. Sobral. R. Soares, N. Teloso. UFPB 7701, 25, 98.20-177.69 mm CP, Rio Ceará-Mirim, Jardim de Angicos, 05°39'17''S 35°58'05"W, 10.vi.2011, T. Ramos, C. Zawadzki, R. Ramos & S. Ramos. UFRN 1126, 2, 85.87- 88.50 mm CP, Rio Ceará-Mirim, fazenda estrela do Norte, entre Ceará-mirim e Taipu, 05°37' S 35°33' W, 06-V-2012, topótipos, R. Frigo, N. Tasso, H. Soares, R. Sobral, J. Almeida. UFPB 7701, 25, 98.20-177.69 mm CP, Jardim do Angicos, 05°39'17''S 35°58'05"W, 10.VI. 2011, T. Ramos, C. Zawadzki, R. Ramos & S. Araújo. Rio Jaguaribe - Estado do Ceará: UFPB 9222, 1, 113.64 mm CP, Açude Oiticica, pov. Lagoa da Mata, Itatira, 04°40'45''S 39°41'38''W, 05.V.2011, T. Ramos et al. UFRN 1256, 1, 17.43, Rio Jaguaribe, Saboeiro, 06°32'31''S 39°54'37''W, 26-III-2013, S. Lima, T. Ramos, W. Berbel-Filho, L. Neto, S. Moraes e A. Moraes. UFRN 607, 4, 186.92- 198.51 mm CP, Rio Umbuzeiro, afluente do Rio Jaguaribe, Aiuaba, 06°36'06''S 40°07'28''W, 07- VII-2012, S. Lima, R. Paiva, L. Neto, F. Freire, C. Alencar e W. Berbel. UFRN 608, 8, 104.99-183.83 mm CP. Rio Umbuzeiro, abaixo da barragem de São Nicolau, São Nicolau, 06°40'48''S 40°04'49''W, 09-VII-2012, S. Lima, R. Paiva, L. Neto, F. Freire, C. Alencar e W. Berbel. UFPB 9226, 1, 142.60 mm CP, Riacho Bom Sucesso, bacia do rio Jaguaribe, Piquet Carneiro, 05°45'57''S 39°25'54''W, 21.VII.2009, T.P.A. Ramos et al. UFPB 7699, 1, 101.90 mm CP, Barragem Santana, Jaguaribe, 05°48'29''S 038°39'09''W,

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12.VI.2011, topotipos, T. Ramos; C. Zawadzki; R. Ramos e S. Ramos. UFRN 1811, 3, 94,82 - 104.01 mm CP, Riacho Cruzado, Lavras da Mangabeira, 06°47'08''S 38°58'34''W, 22-III-2013, A. Moraes, S. Moraes, L. Neto, T. Ramos, S. Lima e W. Berbel. UFRN 1843, 1, 180,1 mm CP, Rio Umbuzeiro, abaixo da barragem de São Nicolau, São Nicolau, 06°40'48''S 40°04'49''W, 25-III-2013, S. Lima, T. Ramos, L. Neto, W. Berbel, S. Moraes e A. Moraes. UFRN 609, 2, 130.00 - 134.07 mm CP, Rio Umbuzeiro, abaixo da barragem de São Nicolau, São Nicolau, 06°40'48''S 40°04'49''W, 09-VII-2012, S. Lima, R. Paiva, L. Neto, F. Freire, C. Alencar e W. Berbel. Rio Salgado - Estado do Ceará: UFPB 7700, 6, 81,02-100,79 mm CP, Rio Salgado, Icó, 06°24'28,9''S 38°52'06,6''W, 12.VI.2011, topotipos, T. Ramos et al. UFPB 9225, 16, 50.35-86.34 mm CP, Riacho do Machado, afluente do rio Salgado, Lavras de Mangabeira, 06°42'25''S 39°01'40''W, 19.VII.2009, T. Ramos et al. UFRN 1843, 48, 17.34-120.35, Rio Salgado, Icó, 06°24'53''S 38°52'23''W, 21-III-2013, topotipos, S. Lima, T. Ramos, L. Neto, W. Berbel, S. Moraes e A. Moraes. UFRN 5076, 4, 79.30-124.39 mm CP, Rio Salgado, Icó, CE, Brasil, 06°24'53.8"S 38°52'23"W, 30.VI.2018, L. Neto, S. Costa & T. Ramos. Rio Granjeiro - Estado do Ceará: UFRN 1810, 1, 124.11 mm CP, Rio Granjeiro, Crato, 07°15'18''S 39°25'58''W, 22-III-2013, topotipos, A. Moraes, S. Moraes, L. Neto, T. Ramos, S. Lima e W. Berbel. UFRN 2189, 1, 54.47 mm CP, Rio Granjeiro, Crato, 07°15'18''S 39°25'58''W, 20-VIII- 2013, topotipos, A. Moraes, R. Paiva, L. Neto, M. Silva, T. Ramos e S. Lima. Rio Choró - Estado do Ceará: UFRN 2901, 22, 48.61-106.41 mm CP, Rio Choró em Chorozinho, 04°18'13''S 38°29'55''W, 01-III-2014, topotipos, S. Lima, L. Neto e W. Berbel. UFPB 7697, 3, 78.3-118.4 mm CP, Chorozinho, rio Choró, 04°19'22,2''S 38°30'31,7''W, 11.VI.2011, topotipos, T. Ramos, C. Zawadzki, R. Ramos e S. Araujo. UFPB 9223, 9, 61.8-74.5 mm CP, Itapiúna, rio Choró. Rio Trairí - Estado do Rio Grande do Norte: ANSP 69398, 1, 94.3 mm CP, holótipo. ANSP 69399, 1, 99.1 mm CP, parátipo, coletados junto com o holótipo, Rio Grande do Norte, lago Papari. UFPB 7693, 32, 44.50-59.37mm CP, Rio Ariri, Nísea Floresta, 06°06'34''S 35°12'09''W, 09.VI.2011, T. Ramos, C. Zawadzki, T. Ramos e S. Ramos. UFRN 2399, 2, 14.85-19.17mm CP, Rio Trairí, na BR- 101 em São José de Mipibú, São José de Mipibú. NUP 14684, 10, 54.6-104.4 mm CP, rio Ariri, Nísia Floresta. Rio Piranhas-Açu - Estado do Rio Grande do Norte: UFRN 1378, 5, 73.80-112.65 mm CP, Barragem do Rio Espinharas, Serra Negra do Norte, RN, Brasil, 06°40'11,7''S 37°23'13,5''W, 26-IV-2013, R. Paiva, L. Neto, M. Germano, S. Moraes, T. Ramos e D. Soares. UFRN 1731, 5, 62.88 - 88.38 mm CP, Rio Piranhas, abaixo da ponte, Jardim de Piranhas, 06°22'40''S 37°21'19''W, 27-IV-2013, R. Paiva, L.

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Neto, M. Germano, S. Moraes, T. Ramos e D. Soares. UFRN 585, 3, 62.65-85.66 mm CP, Rio Piranhas, abaixo da ponte, Jardim de Piranhas, 06°22'40''S 37°21'19''W, 13-VI- 2012, S. Lima, C. Neves, L. Neto e W. Berbel. UFPB 9684, 1, 153.04 mm CP, Riacho Cipó, Sitio Cipó, São João do Sabugi, 06°38'39"S 37°10'30"W, 03.IV.2006, T. Ramos et al. NUP 4795, 11, 140.0-207.0 mm CP, rio Acauã, rio Piranhas-Açu. NUP 14683, 2, 103.1-135 mm CP, Piranhas, rio Piranhas-Açu. Rio Piranhas-Açu - Estado da Paraíba: UFRN 1384, 4, 50.02 - 101.77 mm CP, Rio Piranhas, no Povoado de Piranhas Velho, São José do Piranhas, 07°06'18''S 38°29'28''W, 24-IV-2013, R. Paiva, L. Neto, M. Germano, S. Moraes, T. Ramos, D. Soares. UFRN 1867, 2, 101.63- 91.65 mm CP, Rio Pereiro, afluente do Rio Piranhas, Bonito de Santa Fé, 07°16'12''S 38°30'34''W, 24-IV-2013, R. Paiva, L. Neto, M. Germano, S. Moraes, T. Ramos e D. Soares. UFRN 584, 26, 73.02- 150.17 mm CP, Rio Piranhas sob ponte, São Bento, 6°28'48''S 37°26'44''W, 14-VI-2012, S. Lima, L. Neto, W. Berbel, C. Neves, C. Alencar, D. Ferreira e F. Landin. UFPB 2919, 4, 34.65- 45.45 mm CP, Rio Espinharas, afluente do Rio Piranhas, Açude Jatobá, Patos, 15.VIII.1989, R. Ramos e M. Triques. Rio Paraíba do Norte - Estado da Paraíba: UFPB 6053, 2, 141.96-172 mm CP, Açude Soledade, 7º04'54''S 36º22'10''W, 27.II.2003, J. Torelli et al. UFPB 6054, 5, 97.77-144.65 mm CP, Açude Soledade, Soledade, 7º04'54''S 36º22'10''W, 22.V.2003, J. Torelli et al. UFPB 6026, 2, 92.19-94.31 mm CP, Açude Taperoá II, Rio Taperoá, afluente do Rio Paraíba, Taperoá, 07º13'44''S 36º50'09''W, 13.VI.2003, J. Torelli et al. UFPB 3661, 1, 144.98 mm CP, Rio Avelós, Rio Taperoá afluente do Rio Paraíba, São João do Cariri, 13. III. 1996, E. Medeiros. UFRN 729, 1, 106.17 mm CP, Rio Paraíba do Norte, vazante da barragem Epitácio Pessoa, Boqueirão, 7°29'11''S 36°7'24''W, 15-VIII-2012, S. Lima, T. Ramos, W. Berbel, R. Paiva, C. Alencar, S. Moraes. UFRN 434, 3, 53.09-60.51 mm CP. Abaixo da Ponte do Rio Paraíba, na BR 104, Barra de Santana, 7°31'45''S 35°59' 53''W, 15-VIII-2012, S. Lima, W. Berbel, C. Alencar, R. Paiva, S. Morais e T. Ramos. UFRN 4148, 36, 73.05-138.23 mm CP, Rio Paraíba, br104, Barra de Santana, 07°31' 45''S 35° 59' 55''W, 19-IV-2013, S. Lima, T. Ramos, W. Berbel. UFRN 475, 4, 22.89-52.95, Rio Paraíba do Norte, Cruz do espírito santo, 7°8'57''S 35°7'17''W, 16-VIII-2012, S. Lima, W. Berbel, C. Alencar, R. Paiva, S. Morais e T. Ramos. UFRN 1861, 2, 123.13-142.64, Rio Piancó, Ibiara, 07°19'15''S 38°08'57''W, 25-IV-2013, R. Paiva, L. Neto, M. Germano, S. Moraes, T. Ramos e D. Soares. Rio Apodi Mossoró - Estado do Rio Grande do Norte: UFRN 1803, 2, 106.01-129.13 mm CP, Rio Apodi, a jusante da Barragem Santa Cruz, Apodi, 05°39''29''S 37°46'17''W, 27-III-2013, A. Moraes, S. Moraes, L. Neto, T. Ramos, S. Lima

69 e W. Berbel. UFRN 3511, 2, 38.55 - 41.53 mm CP, Rio Apodi-Mossoró, Município de São Francisco do Oeste, 05º59'54''S 38º09'43''W, 19-VII-2013, J. Luís, D. Dantas, Jonnata, L. Paulo. UFRN 3490, 1, 40.74 mm CP, Rio Apodi-Mossoró, José da Penha, 06º22'14''S 38º17'28''W, 18-VII-2013, J. Luís, D. Dantas, Jonnata, Iure. UFRN 1635, 3, 60.62-67.58 mm CP, Rio Apodi, a jusante da Barragem Santa Cruz, Apodi, 05°39''29''S 37°46'17''W, 27-III-2013, A. Moraes, S. Moraes, L. Neto, T. Ramos, S. Lima e W. Berbel. UFRN 3444, 4, 78.86-90.60 mm CP, Rio Apodi-Mossoró, Mossoró, 05º17'21''S 37º23'08''W, 23-VII-2013, J. Luís, D. Dantas, Jonnata, L. Paulo. Rio Gramame - Estado da Paraíba: UFPB 7329, 2, 99.92-177.80 mm CP, Rio Gramame, Vascecada, Pedras de Fogo, 7°19'31''S 34°59'32"W, 16. IV.10, J. Torelli. UFRN 7328, 2, 158.52-172.18 mm CP, Rio Gramame, Vascecada, Pedras de Fogo, 7°19'31''S 34°59'32"W, 30. IV.10, J. Torelli. UFPB 6702, 3, 116.77-142.93 mm CP, Rio Gramame próximo a Ponte do Arco, João Pessoa, 22.II.2009, O. Moura. UFPB 7328, 2, 158.52-172.18 mm CP, Rio Gramame, Vascecada, Pedras de Fogo, 7°19'31''S 34°59'32"W, 30.IV.10, J. Torelli. Rio Sambito - Estado do Piauí: UFRN 11160, 2, 123.32-149.2 mm CP, Rio Sambito, Sítio Miguel Alves, Aroazes, 06º08'27.6''S 042º02'40.6''W, 18.XI.1009, T. Ramos et al. Rio Poti – Estado do Ceará: UFPB 9265, 8, 74.19-150.06 mm CP, Rio Poti, Crateus, 05°03'27''S 40°50'13''W, 04.X.2012, C. Rezende, L. Macedo e M. Távora. UFPB 7443, 5, 42.25- 102.06 mm CP, Rio Poti, Ibiapaba, 05°02'43,9''S 040°55'19,8''W, 22.VII.2009, T. Ramos. UFPB 11566, 10, 122.6-172.8 mm CP, Rio Poti, Crateús, Ceará, 06.VI.2012, C. Rezende, L. Macedo e M. Távora.

Observações A descrição original de H. pusarum feita pelo naturalista Edwin Starks em 1913, é considerada adequada para a época, porém sua diagnose compara a espécie apenas com um congênere, H. plecostomus (Linnaeus, 1758) descrito para o Suriname. Um dado imprescindível na diagnose de novas espécies do gênero Hypostomus, não citado na descrição original de H. pusarum, é a contagem de dentes do dentário (23-54) e da pré- maxila (18-49). Starks descreveu H. pusarum analisando indivíduos entre 150 mm e 200 mm. A análise do presente estudo foi baseada em indivíduos com comprimento padrão de 90 mm a 206,8 mm, podendo assim, ser observado padrões de variação ontogenética nas populações. Hypostomus jaguribensis foi descrita em 1915, do rio Jaguaribe no Ceará, dois anos após a descrição de H. pusarum. Fowler, em sua descrição original, faz a diagnose

70 da espécie comparando-a com táxons da Bahia (H. unae (Steindachner, 1878), H. wuchereri (Günther, 1864)), e de outras bacias distantes: H. auroguttatus Kner, 1854 na bacia do Paraíba do Sul, H. ancistroides (Ihering, 1911) no rio Piracicaba, H. albopunctatus (Regan, 1908) e H. variipictus (Ihering, 1911) no rio Pardo em São Paulo, porém não menciona H. pusarum em sua análise diagnóstica. O autor aponta dados morfológicos e merísticos nos espécimes tipo de H. jaguribensis, que se equivalem aos dados relatados por Starks para H. pusarum, como a quantidade de placas da série mediana (25 e entre 25/26), placas supraocciptais (3 e 3), ventre plaqueado, lóbulo inferior da nadadeira caudal maior do que o lóbulo superior, e mesmo padrão de colorido para as duas espécies. Fowler descreve ainda que em indivíduos de H. jaguribensis as manchas nas membranas inter-radiais da nadadeira dorsal se apresentam em uma única fileira vertical, mas que pode ocasionalmente ser irregular em cada espécime. Após nossos resultados podemos concluir que em espécimes coletados na localidade tipo de H. jaguribensis, os indivíduos maiores de 170 mm também apresentam duas faixas transversais, tais como foi descrito como caráter diagnóstico por Starks em H. pusarum. A característica supracitada encontrada nos indivíduos de H. pusarum pode ser considerada uma variação ontogenética, onde indivíduos até aproximadamente 70 mm de comprimento padrão apresentam apenas uma única fileira de manchas transversais na membrana inter-radial, e após cerca de 120 mm as manchas começam a ficar pouco conspícuas, e em indivíduos maiores chegam a duas fileiras de manchas (Fig. 8), como já foi relatado no desenvolvimento das manchas em acuarius Ray & Armbruster, 2016 (Ray & Armbruster, 2016). Esse fato pode explicar diferenças sobre as manchas na dorsal encontradas pelos autores que descreveram as espécies do Nordeste no início do século XX, visto que, os indivíduos utilizados na série tipo eram poucos e de tamanhos muito distintos. O trabalho de Alípio de Miranda Ribeiro de 1937, reúne a descrição de várias espécies de vertebrados, entre elas, a de Hypostomus carvalhoi para o rio Granjeiro, bacia do Jaguaribe, localizado também no Estado do Ceará (Miranda Ribeiro, 1937). Com base em apenas quatro exemplares na série tipo, a descrição de H. carvalhoi é bastante sucinta. Os dados merísticos de H. carvalhoi se sobrepõem ao das espécies anteriormente descritas por Starks e Fowler, assim como, as características morfológicas e de coloração: manchas escuras mais concentradas na cabeça, placas fracamente quilhadas, tórax e abdômen coberto por pequenas placas e o comprimento da nadadeira dorsal deprimida

71 atingindo a nadadeira adiposa. A descrição feita por Miranda Ribeiro não apresenta nenhuma diagnose, tal como as descrições de alguns congêneres posteriormente descritos por Fowler (1941) (H. papariae e H. salgadae). Também em 1937, o naturalista Dr. Rodolpho Von Ihering enviou à Academia de Ciências Naturais da Filadélfia, um material por ele coletado nas bacias hidrográficas dos estados do Piauí, Ceará, Rio Grande do Norte, Paraíba e Pernambuco. O material foi analisado por Fowler, e publicado por ele quatro anos depois, em 1941. Neste estudo, consta a descrição de várias espécies, porém, é importante ressaltar que Fowler não coletou as espécies que descreveu, podendo dessa forma, ter negligenciado alguns dados importantes, como localidades tipo e coloração dos espécimes em vida. No mesmo estudo publicado por Fowler em 1941, H. nudiventris e H. salgadae foram descritas. Hypostomus salgadae foi inicialmente descrita como Ancistrus salgadae, no entanto, foi revisada por Armbruster (2004) que analisou o holótipo e validou como sendo do gênero Hypostomus. Ambos H. nudiventris e H. salgadae, são descritas com mesma quantidade de placas supraocciptais, mesma variação na quantidade de dentes (10- 12), caracterizados em suas descrições por apresentarem abdômen sem placas, porém nas descrições, não foi apresentada diagnose que pudesse separar as duas espécies, isso se deu provavelmente porque para o autor H. salgadae pertencia a outro gênero. Hypostomus salgadae foi descrita com base em apenas um exemplar que mede menos de 20 mm no comprimento padrão, e H. nudiventris com base no holótipo com 56 mm de acordo com as medidas aferidas dos holótipos. Muitas espécies do gênero Hypostomus que apresentam ventre (abdômen e tórax) plaqueado, só desenvolvem as placas após atingir um certo tamanho, para H. velhochico por exemplo, após 80 mm, para H. faveolus Zawadzki, Birindelli & Lima 2008 após 110 mm (Zawadzki et al. 2008; Zawadzki et al. 2017). A partir das análises do presente estudo, pudemos observar que alguns espécimes pertencentes ao complexo H. pusarum apresentam ventre totalmente plaqueado (com exceção da área de inserção das nadadeiras peitorais e pélvicas, e papila urogenital) apenas após atingir 90 mm de CP, o que explica o fato de Fowler não ter descrito as placas nos holótipos de H. nudiventris e H. salgadae, pois provavelmente, os espécimes ainda não tinham desenvolvido as placas ventrais. Na descrição de H. salgadae, além do abdômen sem placas, Fowler usou a “ampla área marginal frontal da cabeça” o que provavelmente levou a descreve-lo como Ancistrus. Fowler ainda descreve a presença de quatro manchas sobre o corpo do holótipo da espécie: “Four dark blotches on body, first below front of dorsal, second below hind

72 part of dorsal, third from adipose fin and last at caudal base” (Fowler, 1941), tratando como uma característica diagnóstica. Porém, a partir da nossa análise em jovens de H. pusarum coletados no rio Ceará-Mirim, pudemos observar o mesmo padrão descrito por Fowler para H. salgadae em indivíduos retirados do seu ambiente natural e acondicionados em aquários fotográficos (Fig.Sup.6). Essa coloração se mantem, e também pode ser observada em alguns indivíduos fixados. Tal padrão de manchas já foi diagnosticado como “estresse” em alguns exemplares das espécies H. plecostomus, H. boulengeri (Eigenmann & Kennedy, 1903), H. ancistroides (Ihering, 1911) e H. faveolus (Zawadzki et al. 2008; Zawadzki et al. 2010), conclusão à qual chegamos no presente estudo. Hypostomus papariae, foi descrita por Fowler em 1941, da Lagoa Papary, no estado do Rio Grande do Norte, tem a série tipo que conta com três lotes (um lote do holótipo, e dois lotes de parátipos). Porém, um dos lotes de parátipos, foi coletado no rio Choró (localidade tipo de H. nudiventris), sem que nenhuma comparação diagnóstica com a espécie fosse feita na descrição de H. papariae. O autor então, assumiu que existiam duas espécies diferentes no rio Choró, uma com placas no ventre (H. papariae) e uma sem placas (H. nudiventris). Nenhuma comparação com H. pusarum foi feita na descrição, mesmo que H. papariae apresentasse o mesmo padrão de manchas duplas na nadadeira dorsal e a nadadeira dorsal longa atingindo a nadadeira adiposa o que é observado no desenho feito por Fowler, e publicado em seu trabalho. No entanto, como em seus trabalhos de descrição de espécies do Nordeste, Fowler não cita os estudos de Starks, é possível que ele não tivesse conhecimento dos trabalhos do naturalista. Algumas observações na descrição de H. papariae como as duas manchas escuras na nadadeira adiposa, e faixas de manchas escuras nas nadadeiras peitorais, anal, pélvicas e caudal não foram observadas no desenho feito por Fowler, assim como, nos topotipos analisados, porém, foram observadas manchas ocelares mais conspícuas nas regiões das nadadeiras de alguns exemplares coletados em diversas bacias. Em coletas recentes no Lago Papary não foram encontrados peixes de água doce, como é o caso de espécies do gênero Hypostomus (Medeiros et al. 2019). O Lago Papary na verdade fica localizado na porção litorânea da bacia do rio Trairí o que leva a hipótese de que a localidade tipo, denominada Lago Papary, é um equívoco (Jenkins e Branner, 1913; Medeiros et al., 2019). Zawadzki et al. (2017), haviam proposto a sinonímia de H. salgadae a H. carvalhoi, porém, através das análises realizadas no presente estudo, nós chegamos à

73 conclusão de que ambas são sinônimas de H. pusarum, espécie primeiramente descrita para a ecorregião Caatinga Nordeste e Drenagens Costeiras, assim como, as demais pertencentes ao complexo (H. jaguribensis, H. papariae e H. nudiventris).

Hypostomus sp. n. 1, nova espécie (Fig.:12) Tabela III Ramos et al. 2014 (Hypostomus sp. 1/sp. 4 em check-list de espécies), Lima et al. 2017 (Hypostomus sp. 1/sp. 4 Check-list de espécies), Silva et al. 2015 (Hypostomus sp. 1, check-list de espécies).

Figura 12: UFRN 5666, 101,8 mm CP. Holótipo de Hypostomus. sp. n. 1. Rio Parnaíba, bacia do rio Parnaíba, Povoado de Manga, Barão de Grajaú, MA, Brasil.

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Holotipo: UFRN 5666, 101.8 mm SL, Brasil, Estado do Maranhão, município de Barão de Grajaú, Rio Parnaíba no povoado de Manga, Barão de Grajaú, MA, Brasil, 10 Dez 2018, L. Barros-Neto; S. Y. Lustosa-Costa, T. P. A. Ramos & Y. P. Rocha.

Tabela III: Dados morfométricos e merísticos de Hypostomus sp.n.1. N=20, CP = Comprimento Padrão, DP = Desvio Padrão.

Holótipo Amplitude Média DP Comprimento padrão (mm) 101,8 90,4-143,6 106,1 14,9 Porcentagens do CP Comprimento pré-dorsal 41,1 38,5-42,8 41,0 1,06 Comprimento da cabeça 34,5 31,3-35,4 33,8 0,96 Largura cleitral 32,1 27,8-33,6 30,7 1,34 Altura da cabeça 19,9 17,4-22,8 19,7 1,42 Distância interdorsal 15,0 12,4-16,3 14,6 1,05 Comprimento do pedúnculo caudal 30,0 29,3-34,1 31,4 1,32 Altura do pedúnculo caudal 9,3 8,7-11,0 9,7 0,57 Comprimento do espinho da nadadeira dorsal 27,4 22,5-30,7 27,1 1,91 Comprimento torácico 23,1 20,4-26,3 23,4 1,35 Porcentagens do comprimento da cabeça Largura cleitral 93,0 80,9-97,1 90,7 4,02 Altura da cabeça 57,7 50,6-67,4 58,3 4,73 Comprimento do focinho 61,9 60,2-66,3 63,1 1,55 Diâmetro orbital 17,5 12,6-17,5 15,4 1,31 Largura interorbital 35,6 33,6-44,0 38,3 2,48 Largura mandibular 42,0 41,0-61,1 50,7 4,66 Outras porcentagens Diâmetro orbital no comprimento do focinho 22,0 19,6-28,3 24,4 2,31 Diâmetro orbital na distância interorbital 40,5 31,1-49,8 40,5 5,11 Largura mandibular na distância interorbital 42,0 27,1-53,6 41,0 5,89 Comprimento do espinho dorsal no comprimento pré-dorsal 68,0 55,7-73,5 66,1 4,71 Comprimento do primeiro raio peitoral no comprimento pré-dorsal 71,0 63,6-83,5 73,5 4,9 Espinho ventral da nadadeira caudal no comprimento pré-dorsal 97,0 81,36-113,18 92,55 9,98 Comprimento do espinho da adiposa na altura do pedúnculo caudal 88,9 76,8-99,4 86,4 5,84 Altura do pedúnculo caudal no comprimento do pedúnculo caudal 39,0 32,1 27,2-37,6 30,9 2,47 Distância interdorsal na base da nadadeira Dorsal 58,2 47,1-66,3 57,9 5,41 Comprimento do lábio inferior na largura do lábio inferior 27,4 23,5-35,5 27,9 2,89 Contagens Amplitude Moda DP Série de placas medianas 26 25-27 26 0,57 Placas margeando o supraoccipital 3 3_3 3 0 Placas pré-dorsal 1 1_2 1 0,02

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Placas da base da nadadeira dorsal 8 7_8 8 0,21 Placas entre as nadadeiras dorsal e adiposa 6 6_7 6 0,4 Placas entre as nadadeiras adiposa e caudal 4 3_4 4 0,22 Placas entre as nadadeiras anal e caudal 13 12_13 13 0,4 Dentes do pré-maxilar 50 19-52 28 9,27 Dentes do dentário 48 19-55 33 10,09

Paratipos. Todos do Brasil. Bacia do rio Parnaíba, Maranhão: UFPB 11091, 1, 52,29- 91.86, Riacho Marcelino, afluente do rio Parnaíba, Tasso Fragoso, 08°26'47''S/045°47'09"W, 03.iv.2005, W. Severi et al. UFPB 11075, 1, 90,54 mm CP, Rio Pureza, sob a ponte na MA-006, divisa entre Alto Parnaíba e Tarso Fragoso, 08°47'10''S/045°56'41''W, 07.ii.09, T. P. A. Ramos, P. Charvet, R. T. C. Ramos, G. Moro & E. Franca. UFPB 11050, 3, 17.50-77,54 mm CP, Rio Parnaíba, Alto Parnaíba, 09°07'51''S/045°55'45''W, 24.iv.2011, T. Ramos. UFPB 11088, 24, 47,30-97,70 mm CP, Rio Parnaíba, Tasso Fragoso, 07°33'24''S/045°14'58''W, 03.iv.2005, W. Severi et al. UFPB 1051, 13, 56,15-78,76 mm CP, Rio Parnaíba, Alto Parnaíba, 09°06'52''S/045°55'35''W, 24.iv.2011, T. Ramos. UFPB 11087, 10, 38,35-67,42 mm CP, Riacho Marcelino, as margens da rodovia MA 006/BR 330, próximo a Tasso Fragosso, 07°33'24''S/045°14'58''W, 03.iv.2005, W.severi et al. UFPB 11076, 16, 56,12-150,41 mm CP, Rio Balsas, Bacia do Parnaíba, Sambaíba, 07.14231ºS/045.34424ºW, 08. ii. 09, T. P. A. Ramos, P. Charvet, R. T. C. Ramos, G. Moro & E. Franca. UFPB 11152, 16, 95,55 mm CP, Rio Parnaíba - Benedito Leite, 07°13'30''S/044°31'56''W, 17.ix.09, T. Ramos et.al. UFPB 8240, 2, 103,44-107,04 mm CP, Rio Parnaíba, Alto Parnaíba, 09°06'52''S 045°55'35''W, 01.iv.2010, T. Ramos et.al. UFRN 5511, 4, Riacho do Muquem, Povoado Manga, Barão do Grajaú, 10.xii.2018, L. Neto, S. Costa, T. Ramos & Y. Ponce. UFRN 3090, 29, 16.66-95.98 mm CP, Rio Parnaíba, Alto Parnaíba, 09°06'54"S 45°55'37"W, 23.vi.2014, Expedição PNNP. UFPB 11085, 1, 71,12 mm CP, Rio Parnaíba, foz do rio Balsas, Benedito Leite, 07°14'09''S/44°34'24''W, 01.iv.2005, W. severi et al. UFPB 11064, 5, 21,93-46,93 mm CP, Rio Parnaíba, Loreto, 07°33'02''S/045°14'10''W, 23.iv.2011, T. Ramos et.al. UFPB 11058, 7, 68,80-106,24 mm CP, Rio Parnaíba, Magalhães de Almeida, 03°18'24''S/042°05'36''W, 13.x.2010, T. Ramos et.al. UFPB 11123, 1, 94,34 mm CP, Rio Parnaíba, Parnarama, 05°39'14''S/043°04'57''W, 22.ix.09, T. Ramos et.al. UFPB 11054, 5, 49,98-87,52 mm CP, Rio Parnaíba, povoado de Beira-rio, Buriti, 03°53'22''S/042°43'25''W, 18.iv.2011, T. Ramos et.al. UFPB 8243, 1, 64,8 mm CP, Rio Parnaíba, povoado de Manga, Barão de Grajaú, 06°47'03''S/043°15'46''W, 05.iv.2010, T. Ramos et.al. UFPB 11065, 11, 13,29-89,30 mm CP, Rio Parnaíba, São

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Francisco do Maranhão, 06°15'02''S/042°51'19''W, 21.iv.2011, T. Ramos et.al. UFPB 8244, 1, 47,82 mm CP, Rio Parnaíba, São Francisco do Maranhão, 06°15'55''S/042°51'21''W, 06.iv.2010, T. Ramos et.al. UFPB 11083, 1, 12,51-12,67 mm CP, Rio Parnaíba, São Francisco do Maranhão, 06°14'47''S/042°51'24''W, 20.iv.2011, T. Ramos & S. Ramos. UFPB 8009, 2, 124,28-144,24 mm CP, Rio Parnaíba, Benedito Leite, 07°14'43''S/044°34'16''W, 17.IX.2009, T. Ramos et.al. UFPB 11057, 1, 40,39-64,48 mm CP, Rio Parnaíba, Benedito Leite, 07°13'28''S/044°31'55''W, 22.iv.11, T. Ramos et.al. Bacia do rio Parnaíba, Piauí: UFPB 11077, 1, 164,5 mm CP, Açude Ingazeiro, Paulistana, 08°09'49''S/41°08'13''W, 10.xii.2010, T. Ramos & S. Ramos. UFPB 11101, 3, 129,99-151,05 mm CP, Açude Ingazeiro, Paulistana, 08°20'39''S/041°08'16''W, 19.v. 2009, T. Ramos et.al. UFPB 11157, 1, 107,86 mm CP, Açude Rio Grande, Rio Grande do Piauí, 07°46'39.3''S/43°08'47.7''W, 07.xii.2010, T. Ramos & S. Ramos. UFPB 11137, 1, 67,36 mm SL, Barragem no rio Jacobina, Jacobina do Piauí, 07°56'03''S/41°12'29''W, 10.xii.10, T. Ramos & S. Ramos. UFPB 11069, 1, 145,07 mm CP, Barragem no rio Paracati, São Francisco do Piauí, 08°13'27''S/041°24'48''W, 09.xii.2010, T. Ramos & S. Ramos. UFPB 11052, 2, 55,12-101,21 mm CP, Lagoa Parnaguá, margem esquerda, Parnaguá-PI, 10°14'01"S/044°40'43"W, 23.vi.06, W. severi et al. UFPB 11110, 3, 41,99- 83,50 mm CP, Lagoa São Francisco - Rio Grande do Piauí, 07°46'39''S/43°08'47''W, 15.vii.10, T. Ramos & S. Ramos. UFPB 11135, 1, 119,89 mm CP, Mercado Público - União, 04°35'24''S/042°52'31''W, 24.ix.09, T. Ramos et.al. UFPB 11105, 30, 20,37-43,21 mm CP, Riacho afluente direita esquerda do rio Gurgueia, Bom Jesus, 09°00'44"S/044°18'10"W, 22.vi.06, W. severi et al. UFPB 11104, 10, 20,92-37,47 mm CP, Riacho afluente margem esquerda do rio Gurgueia, prox. a central de embalagem de agrotóxico, Bom Jesus, 09°05'26"S/044°21'46"W, 22.vi.06, T. Ramos et.al. UFPB 11096, 1, 42,4 mm CP, Riacho Bonfim - Uruçui, 07°15'43''S/044°31'43''W, 13.xi.09, T. Ramos, M.Silva, G. Moro. UFPB 11146, 1, 45 mm CP, Riacho Cachoeira afluente do rio Longá, estrada de Barra, 03°57'53"S/042°16'28"W, 17.vi.2006, W. severi et al. UFPB 11147, 3, 39,51-47,68 mm CP, Riacho da Cruz, afluente margem esquerda do rio Poty, BR-316, Monsenhor Gil, 05°35'00"S/042°36'53"W, 20.vi.06, W. severi et al. UFPB 11086, 3, 24,89-41,70 mm CP, Riacho da Muquila, na rodovia PI 130, Amarante, 06º13'09''S 42º53'30''W, 08.iv.2005, W. severi et al. UFPB 11138, 3, 33,42-85,36 mm CP, Riacho do mandá afluente margem direita do rio Poty, povoado Bandarrá, Beneditinos, 05°24'15"S/042°27'20"W, 20.vi.06, W. severi et al. UFPB 11068, 1, 75,28 mm CP, Riacho do Negro, rod. PI-130, pov. Castelhanos, Palmeirais,

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05°46'12''S/043°04'23''W, 09.iv.2005, W. severi et al. UFPB 11155, 47, 29,25-50,54 mm CP, Riacho dos Matões, afluente da margem esquerda do Gurgueia, pov. de Barra Verde, Bom Jesus, 09°14'08''S 044°27'31''W, 22.vi.07, W. severi et al. UFPB 11136, 5, 29,60- 81,58 mm CP, Riacho Fundo, na rod. PI -130, pov. Castelhanos, Palmeirais, 06º07'37''S 42º58'39''W, 07.iv.2005, W. severi et al. UFPB 11067, 1, 33,12 mm CP, Riacho Passagem das Ovelhas, Caxingo, 03°24'25"S/041°53'49"W, 16.vi.06, W. severi et al. UFPB 11141, 2, 34,74-80,04 mm CP, Riacho Povo dos Homens, afluente da margem direita do rio Longá, Caxingo, 03°25'12"S/041°53'46"W, 16.vi.06, W. severi et al. UFPB 11145, 9, 27,27-33,84 mm CP, Rio Berlenga afluente da margem direita do rio Poti, BR- 316, Passagem Franca, 05°51'31''S 042°26'07''W, 20.vi.2006, W. severi et al. UFPB 11144, 2, Rio Canindé - Francisco Aires, 06°35'12''S 042°42'16''W, 19.ix.2009, T.Ramos, M. Silva & G. Moro. UFRN 2121, 1, 66.84 mm CP, Rio Canindé, a jusante da barragem de Pedra Redonda, Conceição do Canindé, 07°58'30''S 41°59'26''W, 18-viii- 2013, A. Moraes, R. Paiva, L. Neto, M. Silva, T. Ramos e S. Lima. UFPB 11059, 5, 16,60-43,30 mm CP, Rio Canindé, Conceição do Canindé, 07°59'49''S/41°29'59''W, 19.vii.10, T. Ramos & S. Ramos. UFPB 11040, 11, 43,2-84,19 mm CP, Rio Canindé, Oeiras, 06°59'12''S 042°05'17''W, 21.vi.2011, W. severi et al. UFPB 11045, 5, 20,12-45 mm CP, Rio Canindé, sob a ponte na rodovia BR 343, Amarante, 06º17'41''S/043º28'11''W, 08.iv.2005, W. severi et al. UFPB 11048, 1, 32,93 mm CP, Rio Contrato, Rio Gurgueia, Bacia do Parnaíba, povoado de Contrato, 09°34'45''S 045°01'45''W, 22.VI.2006, T. Ramos et.al. UFRN 2722, 46.00-86.21 mm CP, 8, Rio Corrente sob ponte na BR 135, Corrente, 10°25'30''S 45°11'47''W, 18-iv-2014, T. Ramos, L. Neto, M. Germano e L. Medeiros. UFRN 2744, 5, 57.84-102.53 mm CP, Rio Corrente, Corrente, 10°23'14''S 45°15'05''W, 18-iv-2014, T. Ramos, L. Neto, M. Germano e L. Medeiros. UFRN 1791, 9, 87.73-155.73 mm CP, Rio Guaribas, no Povoado de Torrões, Picos, 07°09'13''S 41°30'10''W, 23-iii-2013, S. Lima, T. Ramos, W. Berbel-Filho, L. Neto, S. Moraes e A. Moraes. UFRN 3754, 3, 59.33-76.56 mm CP, Rio Gurguéia sob ponte na BR-135, São Gonçalo do Gurguéia, 10°01'37''S 45°18'12'' W, 19-vi-2014, S. Lima, T. Ramos, R. Paiva, M. Silva, M. Germano, Y. Ponce, L. Neto e L. Medeiros. UFRN 2867, 3, 38.41-57.52 mm CP, Rio Gurguéia, sob ponte na BR 135, São Gonçalo do Gurguéia, 10°1'37''S 45°18'12, 19-vi-2014, S. Lima, R. Paiva, M. Silva e Y. Ponce. UFPB 11115, 3, 45,88-63,43 mm CP, Rio Gurgueia, Cristino Castro, 08°48'55"S 044°13'47"W, 22.vi.06, W. severi et al. UFPB 11107, 7, 25,74-72,92 mm CP, Rio Gurguéia, Jurumenha, 07º04'36''S 43º30'54''W, 07.iv.2005, W. severi et al. UFPB 11112,

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20, 13,58-108,45 mm CP, Rio Itaueira, afluente Parnaiba, Floriano, 06º48'30''S 42º57'30''W, 07.iv.2005, W. severi et al. UFPB 11060, 2, 38,98-47,53 mm CP, Rio Itaueira, na BR-230, Floriano, 06°48'43,7''S 42°57'30,8''W, 07.iv.2005, W. severi et al. UFPB 11133, 6, 41,35-94,44 mm CP, Rio Longá, Nossa Senhora de Nazaré, 04°40'20''S 042°13'00''W, 23.vi.12, T. Ramos et.al. UFPB 11118, 4, 38,07-47,88 mm CP, Rio Parnaíba - União, 04°33'46''S 042°52'03''W, 23.ix.09, T. Ramos, M. Silva, G. Moro. UFPB 11103, 2, 40,39-64,48 mm CP, Piauí, Rio Parnaiba, Amarante, 06°14'36''S 42°51'24''W, 08.iv.2005, W. severi et al. UFPB 8241, 2, 19,92-43,41 mm CP, Rio Parnaíba, Ribeiro Gonçalves, 07°33'24''S 045°14'58''W, 03.iv.2010, T. Ramos & S. Ramos. UFPB 11122, 2, 72,98-94,24 mm SL, Rio Parnaíba, Ribeiro Gonçalves – PI, 07°33'08,7''S 045°14'17,6''W, 10.ii.09, T. Ramos et.al. UFPB 8392, 11, 17,28-47,15 mm SL, Rio Parnaíba, Santa Filomena – PI, 09°08'04,2''S 045°55'45,2''W, 02.iv.2010, T. Ramos et.al. UFPB 9556, 8, 58,05-89,29 mm CP, Rio Parnaíba, sob ponte da BR 321, Ribeiro Goncalves, 07°33'07''S 045°14'13''W, 31.iii.2005, W. severi et al. UFPB 8246, 1, 17,64 mm CP, Rio Parnaíba, povoado Mangueira, Palmeirais, 05°39'40''S 043°05'08''W, 07.iv.2010, T. Ramos, S. Ramos. UFPB 11156, 7, 54,23-70,59 mm CP, Rio Piauí, BR-020, São João do Piauí, 08°22'00"S 042°14'11"W, 21.vi.06, W. severi et al. UFPB 11151, 1, 93,7 mm CP, Rio Poti, sob a ponte na rod. PI-115, Juazeiro do Piauí, 05°11'21''S 041°42'31''W, 19.VI.2006, W. severi et al. UFPB 11153, 1, 76,41 mm CP, Rio Sambito - Santa Cruz dos Milagres, 05°55'40''S 042°04'48''W, 18.xi.09, T. Ramos et.al. UFPB 11139, 3, 37,46-74,92 mm CP, Rio Sambito - São Felix do Píaui, 05º55'39''S 042º04'47''W, 12.ix.09, T. Ramos et.al. UFPB 11079, 5, 83, 44-123,76 mm CP, Rio Sambito - Sítio Miguel Alves - Aroazes, 06º08'27''S 042º02'40''W, 10.ix.09, T. Ramos, M. Silva, G. Moro. UFPB 11149, 4, 42,44-77,14 mm CP, Rio Sambito - Vazante da Barragem Mesa de Pedra-Valença, 06°14'11''S 042°04'47''W, 09.ix.09, T. Ramos, M. Silva, G. Moro. UFRN 1238, 3, 52.93-87.52 mm CP, Rio Sambito, abaixo da Barragem Mesa de Pedra, Aroazes, 06°11'32''S 41°59'35''W, 24-iii-2013, S. Lima, T. Ramos, W. Berbel-Filho, L. Neto, S. Moraes e A. Moraes. Bacia do rio Parnaíba, Ceará: UFPB 11150, 1, 75,59 mm CP, Riacho das Cabaças, afluente do rio Poti - Ibiapaba, 05°04'49''S 040°52'01''W, 22.vii.09, T. Ramos et.al. UFRN 5078, 8, Rio Poty, Ibiapaba, Cratéus, 05°03'27"S 40°50'13"W, 30.vi.2018, L. Neto, S. Costa & T. Ramos.

Diagnose

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Hypostomus sp. n. 1 difere de H. albopunctatus, H. alatus, H. chrysostiktos, H. commersoni, H. delimai, H. faveolus, H. francisci, H. formosae, H. luteus, H. jaguar, H. margaritifer, H. myersi, H. multidens, H. regani, H. roseopunctatus, H. sertanejo, H. strigaticeps, H. tietensis e H. variipictus por apresentar corpo claro/acastanhado com manchas escuras (vs. corpo escuro com manchas claras); difere de H. vaillanti por apresentar manchas arredondadas escuras sobre corpo com coloração um pouco mais clara (vs. manchas vermiculares escuras). Hypostomus sp. n. 1 difere das espécies do grupo H. cochliodon sensu Armbruster, 2003, H. plecostomus, H. affinis, H. ancistroides, H. aspilogaster, H. boulengeri, H. carinatus, hemiurus, H. melanephelis, H. micromaculatus, H. plecostomus, H. tapijara, e H. watwata por não apresentar quilhas ao longo do corpo (vs. quilhas moderadas e conspícuas); difere de seus congêneres H. careopinnatus e H. levis pela presença da nadadeira adiposa (vs. ausência da nadadeira adiposa). Hypostomus sp. n. 1 difere de H. denticulatus, H. yaku, H. peckoltoides e H. velhochico por apresentar as nadadeiras peitorais com odontódeos não hipertrofiados mesmo em indivíduos adultos (vs. odontódeos hipertrofiados); difere de Hypostomus johnii por ter de 18 a 50 dentes no dentário e 18 a 52 na pré-maxila (vs. 60 a 110 e 65 a 115 respectivamente); difere ainda dessa espécie, por apresentar dentários mais curtos, ângulo entre 90° e 115° (vs. 140° a 150°). Hypostomus sp. n. 1 difere de H. pusarum por apresentar papila interna bucal inconspícua e quando visível muito pequena (vs. papila interna bucal grande, conspícua e com superfície granulosa); difere ainda desta por apresentar a nadadeira dorsal menor em comprimento não atingindo o início da nadadeira adiposa e por apresentar nadadeiras peitorais com extremidade distal estreita (vs. nadadeiras peitorais com extremidade distal mais larga em indivíduos adultos), por apresentar placa pré-anal (vs. ausência de placa pré-anal).

Descrição

Dados merísticos e morfométricos na Tabela III. Cabeça e focinho arredondados em vista dorsal, olhos relativamente grandes, posicionados dorsolateralmente, margem dorsal da órbita ligeiramente elevada; região dorsal da cabeça totalmente coberta por placas dérmicas e odontódeos. A placa pré- occipital com pequena elevação que forma uma quilha pouco conspícua. Boca ventral, disco oral arredondado e com papilas no lábio inferior, na porção mais próxima a boca as papilas são maiores e diminuem à medida que se afastam da cavidade oral; papila interna

80 bucal ausente na maioria dos exemplares, e quando presente não hipertrofiada. Lábio inferior sem atingir a linha transversal entre as aberturas branquiais. Dentários curtos (ângulo entre 90° e 115°). Dentes bífidos afilados e levemente curvados para dentro da cavidade bucal, com as cúspides internas menores que as externas. Barbilhão maxilar ligeiramente menor que a pupila do olho. Superfície dorsal e lateral da cabeça e de todo o corpo coberta por placas, com exceção da base da nadadeira dorsal. Ponta do focinho quase totalmente coberta por placas. Perfil dorsal reto, desde a porção inicial do focinho até a região interorbital, quilha pouco conspícua no processo supraoccipital; cabeça pouco larga, levemente deprimida. Três placas pré-dorsais retas em vista lateral. Abdômen e tórax coberto por placas, com exceção da área de inserção das nadadeiras peitorais e pélvicas. Placa pré-anal presente. Região ventral da cabeça coberta com pequenas placas, com exceção da porção abaixo do lábio inferior. Região ventral do corpo reta, desde o focinho até a nadadeira anal. Maior largura do corpo na região cleitral, progressivamente afilando até o final do pedúnculo caudal. Corpo coberto por cinco séries laterais de placas: série dorsal com quilha pouco conspícua desde sua origem até a nadadeira adiposa; série médio-dorsal sem quilha; série mediana com linha lateral completa e sem quilha; linha lateral com 25 a 26 placas; séries médio-ventrais dobradas até a quarta ou quinta placa. Nadadeira dorsal ii,7 quando deprimida atinge a origem da nadadeira adiposa. Primeiro raio da nadadeira dorsal levemente curvado. Nadadeira peitoral i, 6. Primeiro raio não ramificado da nadadeira peitoral longo e deprimido, atingindo 1/3 do primeiro raio não ramificado da nadadeira pélvica, com odontódeos pouco desenvolvidos na região distal. A largura da nadadeira peitoral aumenta pouco na região distal apenas em indivíduos adultos. Nadadeira adiposa desenvolvida e inserida seis a sete placas após inserção posterior da nadadeira dorsal. Nadadeira pélvica i,5, ligeiramente curvada para dentro, primeiro raio, não ramificado com região proximal e distal estreitas e o centro alargado e achatado, com pequenos odontódeos. Nadadeira anal i,4; primeiro raio da nadadeira anal com borda distal levemente côncava, estendendo-se até a sétima placa após sua origem. Nadadeira caudal i, 14, i, raio inferior não ramificado pouco mais longo do que o superior, alguns exemplares chegam a ter o mesmo tamanho.

Coloração em álcool: Cabeça, dorso e nadadeiras com coloração predominantemente marrom amarelado quando fixado em formol e posteriormente acondicionado em álcool

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70%; mantem a mesma coloração quando fixado em álcool 99%. Manchas pequenas, ocelares, escuras e conspícuas, próximas entre si na região da cabeça. Na região do dorso do corpo as manchas são mais espaçadas, grandes (maior que a pupila) e muito conspícuas, na maioria dos espécimes, atendem a uma disposição longitudinal desde a placa onde se inicia a linha lateral até o final do pedúnculo caudal. Na região inter-radial das nadadeiras peitorais, pélvicas e caudal, as manchas são escuras, formando faixas transversais, que variam de 5 a 8 faixas nas peitorais e pélvicas, e de 5 a 10 faixas transversais na nadadeira caudal, com a mesma coloração das manchas do dorso. A nadadeira dorsal apresenta uma fileira de manchas conspícuas transversais na área da membrana inter-radial. Região ventral do corpo apresenta coloração pouco mais clara que o dorso (marrom claro), exibindo manchas também grandes e conspícuas. Alguns espécimes apresentam manchas pequenas e muito espaçadas entre si apenas na região ventral.

Coloração em vida: O padrão de coloração de espécimes vivos se assemelha ao de espécimes fixados, exceto pela coloração do corpo amarelado ser mais intensa, e as manchas no corpo serem mais escuras e conspícuas (Fig. 13a). O opérculo da íris em indivíduos vivos é visível, apresenta uma coloração bege clara, formando um entalhe no centro da íris escura, o que na maioria dos indivíduos fixados não pode ser observado. Foram coletados dois indivíduos melânicos (Lote UFRN 3043), com coloração do corpo marrom escuro e manchas pretas (Fig. 13b).

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A

B

Figura 13: Coloração em vida de Hypostomus sp. n. 1 da bacia do rio Parnaíba. A- Lote UFRN 5668, 111,7 mm SL, Riacho Mulato, Amarante, Piauí. B- Lote UFRN 3043, 115,1 mm SL, Cachoeira do Pintado, afluente do rio Água Quente, Barreiras do Piauí, Piauí, Brasil.

Distribuição Hypostomus sp. n. 1 é a espécie mais amplamente distribuída do gênero Hypostomus para a ecorregião Parnaíba, sendo coletado nas porções alta, média e baixa do rio Parnaíba (Fig. 14).

83

Figura 14: Distribuição de Hypostomus sp. n.1 nas bacias da ecorregião Parnaíba (PNB).

Notas ecológicas: Na ecorregião Parnaíba, a localidade tipo de Hypostomus sp. n. 1 é o rio Parnaíba, no Povoado de Manga, Barão de Grajaú, Maranhão, Brasil, é caracterizado neste trecho como ambiente de corredeira, com substrato rochoso e alto fluxo de oxigênio (Fig. 15). Nesse ponto, a espécie coexiste com outras espécies como: Hypostomus johnii (Steindachner), Prochilodus lacustris Steindachner, Astyanax lacustres (Linnaeus), Caenotropus labyrinthicus (Kner), Crenicichla brasiliensis (Ploeg), Curimata macrops (Eigenmann & Eigenmann), Geophagus parnaibae Staeck & Schindler, Hassar affinis (Steindachner), Hemiodus parnaguae Eigenmann & Henn, Hoplias malabaricus (Bloch), Knodus victoriae (Steindachner), Leporinus piau Fowler, Loricaria parnahybae Steindachner, Moenkhausia dichroura (Kner), Pellona favipinnis (Valenciennes), Pimelodella parnahybae Fowler, Pterengraulis atherinoides Schultz, Steindachnerina notonota (Miranda), e Tetragonopterus argenteus Cuvier. A espécie ocorre em todas as porções do rio: Alta, média e baixa, sendo a patir de então, a espécie mais amplamente distribuída do gênero na ecorregião. Hypostomus sp. n. 1 ocorre em trechos de Cerrado, mas sua distribuição é em grande maioria na Caatinga (Fig. 14).

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Figura 15: Localidade tipo de Hypostomus sp. n. 1. Rio Parnaíba, bacia do rio Parnaíba, Povoado de Manga, Barão de Grajaú, Maranhão, Brasil.

Material comparativo: Hypostomus johnii: UFRN 1341, 10, 10.49-64.61mm CP, Rio Sambito, abaixo da Barragem Mesa de Pedra, Aroazes, PI, Brasil. UFRN 1233, 32, 13.90- 93.51 mm CP, rio Sambito, abaixo da Barragem Mesa de Pedra, Aroazes, PI, Brasil. UFRN 2866, 3, 15.14-59.51 mm CP, rio Gurguéria, sob ponte na BR 135, São Gonçalo do Gurguéia, PI, Brasil. UFRN 2708,2, 35-84-59.78 mm CP, Rio Tají, Corrente, PI, Brasil. UFRN 3024, 5, 38.65-100.61 mm CP, rio Uruçuí-vermelho, Povoado do Prata, Barreiras do Piauí, PI. UFRN 2891, 8, 62.44-83.12 mm CP, Cabeceiras do rio Gurguéia, São Gonçalo do Gurguéia, PI, Brasil. UFRN 1800, 6, 83.48-116.86 mm CP, rio Guaribas, no Povoado de Torrões, Picos, PI, Brasil. UFPB 3537, 9, 34.94-86.15 mm CP, rio Jacaraí, sob ponte na PI-111, Piracuruca, PI, Brasil. UFPB 9535, 18, 57,37-94,50 mm CP, rio Longá, Nossa Senhora de Nazaré, PI, Brasil. UFPB 11078, 6, 43.71-67,51 mm CP, rio Gurguéia, Jurumenha, PI, Brasil. UFPB 9267, 5, 92,48-129,12 mm CP, rio Poti, Crateus, CE, Brasil. UFPB 9536, 12, 22.80-86.11 mm CP, rio Longá, Parque ecológico Cachoeira do Urubu, Batalha, PI, Brasil. UFPB 9533, 1, 121,93 mm CP, rio São Nicolau, Santa Cruz dos Milagres, PI, Brasil. Hypostomus vaillanti: UFRN 5648, 3, 167.5-240,27 mm. rio Parnaíba, Prainha da Manga, Barão do Grajaú, MA, Brasil. NMW 44273, 1, 130.5 mm CP, sintipo. NMW 44277, 1, 168.8 mm CP, síntipo, rio Preto (tributário do rio Grande, rio São Francisco) at Ibipetuba. NMW 44276, 3, 75.8- 119.4 mm CP, síntipo. MCZ 7842,

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2, 121.4-140.8 mm CP. MCZ 7817, 1, 113.4 mm CP, rio Poti. MCZ 7833, 1, 192.0 mm CP, San Gonçalo. Hypostomus chrysostiktos: UFBA 2787, 3, 160.2-175.4 mm CP, Bahia, Iaçu, rio Paraguaçu. Hypostomus francisci: UFPB 3021, 4, 99.7-115.6 mm CP, Bahia, Santana, rio Corrente. Hypostomus garmani: UFPB 3018, 1, 89.0 mm CP, Bahia, Santana, rio Corrente. Hypostomus jaguar: NUP 4448, 2, 126.8-152.9 mm CP, Bahia, Itaberabá, rio Paraguaçu. UFBA 6501, 8, 119.21-175.70 mm CP, Itaberabá, rio Paraguaçu, 10 km from Vila Vicente. Hypostomus cf. margaritifer: UFPB 3019, 1, 97.1 mm CP. UFPB 3041, 1, 97.1 mm CP, Bahia, rio Corrente, rio São Francisco basin. Hypostomus unae: MCP 41334, 3, 55.2-120.8 mm CP, Bahia, rio Panelinha, tributário do rio Pardo. MCP 41473, 10, 80.2-126.5 mm CP, Bahia, rio Preto do Costa, tributário do rio de Contas; NUP 9811, 5, 78.9-53.7 mm CP, Bahia, rio das Pedras, Bacia do rio de Contas. NUP 9814, 81.5-102.7 mm CP, Bahia, rio Oricó, bacia do rio de Contas. Hypostomus brevicauda: BMNH 1864.1.19.16-17, 2, 189.0-196.1 mm CP, sintipos. MCP 36709, 3, 52,7-125.4 mm CP, Bahia, Camacã, riacho Traíra. UFBA 0066, 1, 133.92 mm CP, Bahia, Xique-Xique, rio Suacica, bacia do rio São Francisco. UFPB 4541, 15, 140.5-189,2 mm CP, Bahia, Una, rio Una, Brasília 8 km SE de São José. UFPB 4563, 1, 166.9 mm CP, Bahia, Una, rio Aliança. Hypostomus mutucae: MCP 28669, 67.7 mm CP, holótipo, Mato Grosso, rio Mutuca, tributário do rio Paraguai. NUP 6641, 13, 52.4- 109.2 mm CP. NUP 6642, 4, 62.1-98.1 mm CP, Mato Grosso, rio Claro, tributário do rio Paraguai. Hypostomus alatus: UFPB 3020, 1, 122.2 mm CP. UFPB 7459, 1, 121.1 mm CP, Bahia, Santana, rio Corrente. UFRN 5509, 1, 88,7 mm CP Riacho do Poção, Juazeiro, BA, Brasil. NUP 9119, 1, 110.1 mm CP, Minas Gerais, rio Curimataí. NUP 9829, 5, 139.0-77.4 mm CP, Minas Gerais, rio das Velhas. NUP 9837, 4, 124.4-217.6 mm CP, Minas Gerais, rio Cipó. Hypostomus francisci: MCP 14038, 1, 180.0 mm CP, Minas Gerais, reservatório de Três Marias. NUP 9940, 6, 111.0-187.1 mm CP. NUP 9945, 2, 148.6-150.7 mm CP, Minas Gerais, rio das Velhas. Hypostomus lima: BMNH 1876.1.10, 2, 72.9-86.1 mm CP, síntipos, Minas Gerais, Lagoa Santa. NUP5717, 4, 56.1-126.0 mm CP, Minas Gerais, ribeirão dos Patos. NUP 5721, 2, 47.5-72.8 mm CP, Minas Gerais, ribeirão das Minhocas. NUP 9827, 18, 81.5-181.5 mm CP, Minas Gerais, São Miguel. Hypostomus paulinus: NUP 5344, 1, 69.0 mm CP, São Paulo, rio Passa Cinco, tributário do rio Piracicaba. NUP 5379, 2, 84.1-91.7 mm CP, São Paulo, rio Passa Cinco, tributário do rio Piracicaba. NUP 5722, 1, 90.5 mm CP, São Paulo, rio Passa Cinco, tributário do rio Piracicaba. NUP 6411, 17, 46.5-103.28 mm CP; NUP 6413, 13, 45.9-98.9 mm CP, São Paulo, rio Piracicaba, tributário do rio Tietê; Hypostomus multidens: NUP 5340, 1,

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157.0 mm CP, São Paulo, Piraju, rio Paranapanema, reservatório Chavantes. Hypostomus regani: BMNH 1905.6.7.3, 174.2 mm CP, holótipo, São Paulo, rio Piracicaba. Hypostomus strigaticeps: BMNH 1907.7.6.1012, síntipos, 3, 75.7-160.0 mm CP, São Paulo, rio Piracicaba, bacia do rio Tietê. NUP 4017, 2, 72.8-100.0 mm CP, São Paulo, Ipuã, rio Ipanema, bacia do rio Tietê. NUP 4538, 11, 82.0-140 mm CP, São Paulo, rio Corumbataí, tributário do rio Tietê. Hypostomus yaku: NUP 15348, 6, 29.8-58.1 mm CP, Goiás, rio Quente, bacia do rio Parnaíba.

DISCUSSÃO

Nossos resultados morfológicos não detectaram caracteres diagnósticos nos holótipos e topótipos entre as espécies do complexo H. pusarum. Além disso, encontramos uma baixa distância genética entre H. carvalhoi, H. jaguribensis, H. nudiventris, H. papariae e H. salgadae, concluindo que esses representantes na verdade são sinônimos júnior de H. pusarum, o primeiro táxon descrito da região, por Starks (1913). Um estudo realizado por Berbel-Filho et al. (2018), a partir de análises com DNA Barcode, detectou uma baixa distância genética entre Hypostomus jaguribensis, H. papariae e H. pusarum, o que foi aqui evidenciado, visto que estas se tratam da mesma unidade taxonômica. Com isso, o número de espécies de Hypostomus descritas da ecorregião CNDC reduz de sete para apenas duas: Hypostomus pusarum e H. sertanejo, diminuindo a riqueza de espécies da Caatinga, recentemente elencada em uma lista de espécies proposta por Lima et al. (2017). As populações de H. pusarum apresentaram algumas variações inter e intrapopulacionais no padrão de colorido, e quanto à disposição, tamanho e conspicuidade das manchas, o que parece não estar relacionada com o local em que a espécie foi coletada. Um padrão semelhante de variações intraespecífica foi observado nas populações de Hypostomus albopunctatus (Regan 1908), em sua recente redescrição (Zawadzki et al. 2020). A variação intraespecífica dentro do gênero vem sendo recorrentemente reportada (Reis et al. 1990; Dias & Zawadzki 2018) e pode estar associada a espécies com ampla distribuição, como é o caso de H. pusarum. Hypostomus pusarum difere de sua congênere simpátrica H. sertanejo, por apresentar corpo claro com manchas ocelares escuras vs. corpo escuro com manchas claras, e por possuir de 18-49 e 24-54 dentes na pré-maxila e no dentário, respectivamente vs. 34-75 e 36-74 em H. sertanejo. Difere ainda dessa espécie por apresentar ângulo do

87 dentário curto entre 90° e 120° vs. 150° a 170°. Difere de H. johnii, da ecorregião circunvizinha Parnaíba (PNB), pela quantidade de dentes 18-49 e 24-54 na pré-maxila e dentário (vs. 60-110 e 65-115 respectivamente) e de H. vaillanti pelo padrão de colorido, enquanto H. pusarum apresenta manchas arredondadas escuras sobre o corpo com coloração mais clara, H. vaillanti tem o corpo coberto por manchas escuras vermiculares. Das espécies que ocorrem na ecorregião do SAFR, Hypostomus pusarum difere quanto ao padrão de colorido de H. alatus Castelnau 1855, H. francisci (Lütken 1874) e H. margaritifer (Regan 1908), essas últimas têm o corpo escuro com manchas claras; difere de H. garmani (Regan 1904), H. lima (Lütken 1874) e H. macrops (Eigenmann & Eigenmann 1888) por apresentar manchas menores que o diâmetro do olho vs. manchas ocelares maiores que o diâmetro do olho. Hypostomus pusarum difere de H. subcarinatus Castelnau 1855 por apresentar corpo com quilhas moderadas observadas apenas na primeira fileira de placas próxima à nadadeira dorsal vs. quilhas fortes e moderadas. A espécie mais semelhante à H. pusarum na ecorregião do SAFR, foi descrita recentemente, H. velhochico Zawadzki, Oyakawa & Britskii, 2017. Hypostomus pusarum difere de H. velhochico por apresentar o primeiro raio da nadadeira peitoral deprimido mesmo em espécimes maiores (vs. primeiro raio peitoral arredondado), e por ter odontódeos fortemente desenvolvidos ao longo das quilhas laterais (vs. odontódeos moderadamente desenvolvidos). No presente estudo amplia-se a distribuição de Hypostomus pusarum para ecorregião PNB, no entanto, a espécie só foi encontrada no rio Poti, afluente do rio Parnaíba. Ramos et al. (2014) citaram para a bacia do rio Parnaíba, H. johnii e quatro possíveis espécies novas, não descritas do gênero: Hypostomus sp. 1, Hypostomus sp. 2, Hypostomus sp. 3 e Hypostomus sp. 4. Essas espécies apresentam o mesmo padrão de colorido de H. pusarum (manchas arredondadas escuras sobre corpo claro), porém, nossas análises morfológicas, a partir do material identificado pelos autores como Hypostomus sp. 1, revelaram duas espécies: H. pusarum e confirmou a Hypostomus sp. 1. No entanto, o morfótipo identificado pelos autores como Hypostomus sp.4 são semelhantes a Hypostomus sp.1, sendo, portanto, a mesma espécie aqui descrita. Hypostomus sp. n. 1 é provavelmente a espécie do gênero com a mais ampla distribuição na ecorregião PNB. A nova espécie pode ser distinguida de H. pusarum, pela presença da placa pré anal vs. ausência; por apresentar papila interna bucal inconspícua (vs. papila interna bucal de média a grande, conspícua e com superfície granulosa em H. pusarum), por apresentar apenas uma série de manchas inter-radial na nadadeira dorsal

88 em indivíduos adultos (vs. duas séries de manchas em indivíduos adultos de H. pusarum), e pela coloração com corpo acastanhado com manchas grandes e conspícuas em menor quantidade (vs. corpo acinzentado com pequenas e mais numerosas manchas em H. pusarum). A nova espécie apresenta um valor de distância genética que varia de 1.5% a 2.1% em relação às populações de H. pusarum. Estudos recentes a partir de abordagens envolvendo DNA Barcode no gênero Hypostomus, tem encontrado limiares abaixo de 2% para delimitação de espécies desse gênero (Anjos et al. 2020; de Queiroz et al. 2020), Indicando que o valor comumente utilizado de 2% de distância genética não é válido para o gênero Hypostomus (Pereira et al. 2013). O estudo de Queiroz et al. (2020), conta com o maior número de espécies de Hypostomus em uma filogenia molecular, e a partir de uma análise da distância genética com o DNA Barcode, os autores chegaram à conclusão de que a média de distância genética entre espécies irmãs de Hypostomus é de 1.2% a 1.3%, o que corrobora com os nossos dados, visto que H. pusarum e H. sp. n. 1 são espécies irmãs com base na topologia aqui proposta. O mesmo trabalho (Queiroz et al. 2020), afirma que intraespecificamente, as espécies do gênero podem variar de 0.0% até 0.5% de distância genética, como foi observado no presente estudo com as populações do complexo H. pusarum. Hypostomus pusarum ocorre em três ecorregiões hidrográficas (Caatinga Nordeste e Drenagens Costeiras, Parnaíba e São Francisco), das cinco ecorregiões do Nordeste, o que a torna a espécie do gênero mais amplamente distribuída na região. Este padrão de distribuição também é alcançado por outras espécies endêmicas da área, tal como Cichlasoma orientale Kullander 1983, C. sanctifranciscense Kullander 1983, Crenicichla brasiliensis (Bloch 1792), Leporinus piau Fowler 1941, Triportheus signatus (Garman 1890) (Lima et al. 2017). Para Loricariidae, particularmente, que apresenta padrões de dispersão antigos, os inúmeros eventos de captura de cabeceiras de rios podem ter acarretado o compartilhamento de espécies relacionadas entre bacias que tenham cabeceiras em lados distintos de um mesmo divisor (Lima & Ribeiro 2011; Zawadzki et al. 2017), como no caso da Chapada do Araripe (entre CNDC e SAFR) e da Ibiapaba (CNDC e PNB). A ocorrência de H. pusarum nos rios São Francisco e Parnaíba, pode ter suporte para aceitar a hipótese de conexões pretéritas entre eles, proposta por Mabesoone (1994), porém, mais estudos com organismos aquáticos devem ser realizados a fim de desvendar um pouco da história evolutiva dos dois maiores rios da região (Jacobina et al. 2018).

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No Nordeste, espécies como Megaleporinus obtusidens (Valenciennes 1836), Megaleporinus reinhardti (Lütken 1875), Pamphorichthys hollandi (Henn 1916), Characidium bahiense Almeida 1971, ocorrem no SAFR, PNB e na Mata Atlântica do Nordeste, mas não na CNDC. Isso talvez ocorra devido a peculiaridade do seu sistema hidrológico, formado por rios intermitentes (Lima et al. 2017). No caso de H. pusarum, a espécie ocorre majoritariamente em áreas de Caatinga (com poucos pontos em regiões de Mata Atlântica) (Fig. 10), com ocorrência em toda ecorregião CNDC, na região do sub-médio do rio São Francisco, e no rio Poti, afluente do rio Parnaíba, que fica na porção média da bacia, tal padrão de distribuição sugere uma adaptação da espécie à rios temporários. Os resultados aqui apresentados levam-nos a conclusão que as espécies de Hypostomus (H. carvalhoi, H. jaguribensis, H. papariae, H. nudiventris e H. salgadae) descritas para a CNDC são todas sinônimo júnior de H. pusarum, sendo esssa, a única espécie desse gênero “com manchas escuras”, válida para essa ecorregião. O estudo também amplia a distribuição de H. pusarum para ecorregião PNB, sendo o primeiro registro dessa espécie para o rio Parnaíba, e corrobora os dados de ocorrência desta, na ecorregião do São Francisco levantada por Zawadzki et al. (2016). Além disso, revelou que das quatro espécies de Hypostomus sugeridas por Ramos et al. (2014), duas delas são a mesma espécie, H. sp. n.1 endêmica do rio Parnaíba, formalmente descrita neste estudo. Com isso, o presente trabalho confirma uma hipótese levantada por Lima et al. (2017), que de fato a diversidade de espécies pertencentes ao gênero Hypostomus estava superestimada na ecorregião CNDC, e continua subestimada na ecorregião PNB. Portanto, além de trazer contribuições para a taxonomia de um dos gêneros mais diversos na região neotropical, este trabalho contribui para o avanço nos estudos da ictiofauna do Nordeste brasileiro que teve início do século XX.

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Material suplementar

Figura suplementar 1: À esquerda sintipo de Plecostomus carvalhoi: MNRJ28870, 94,3 mm CP. Localidade tipo: Rio Granjeiro, Crato, Ceará, Brazil. Foto: Cláudio Henrique Zawadzki. E à direita, topotipo de H. carvalhoi: UFRN 2017, 124,35 mm CP. Rio Granjeiro, Crato, Ceará, Brasil.

Figura suplementar 2: À esquerda holótipo de Plecostomus jaguribensis: ANSP39930, 97,0 mm CP. Localidade tipo: Rio Jaguaribe, Barro-Alto, Ceará, Brasil. Foto: Departamento de Ictiologia da Academia de Ciências da Califórnia. E à direita, topotipo de Hypostomus jaguribensis: UFPB 9226, 141,7 mm CP. Riacho bom sucesso, Rio Jaguaribe, Ceará, Brasil.

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Figura suplementar 3: A esquerda holótipo de Plecostomus papariae: ANSP69398, 94,3 mm CP. Localidade tipo: Lago Papary, Rio Grande do Norte, Brasil. Foto: Departamento de Ictiologia da Academia de Ciências da Califórnia. E à direita, topotipo de Hypostomus papariae: UFRN 2304, 179,97 mm CP. Bacia do Rio Trairi, Coronel Ezequiel, RN, Brasil.

Figura suplementar 4: A esquerda holótipo de Plecostomus nudiventris: ANSP69402, 56,8 mm CP. Localidade tipo: Rio Choró, Ceará, próximo a Fortaleza, Brasil. Foto: Departamento de Ictiologia da Academia de Ciências da Califórnia. A direita, topotipo de Hypostomus nudiventris: UFRN 4888, 129,60mm CP. Rio Choró, Chorozinho, CE, Brasil.

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Figura suplementar 5:À esquerda holótipo de Plecostomus salgadae: ANSP 69440, 21.1 mm CP. Localidade tipo: Rio Salgado, Icó, Estado do Ceará, Brasil. Foto: Departamento de Ictiologia da Academia de Ciências da Califórnia. E à direita, topotipo de Hypostomus salgadae: UFRN 5061, 58,05 mm CP. Rio Salgado, Icó, CE, Brasil.

Figura suplementar 6: Espécime jovem vivo de Hypostomus pusarum, coletado no Rio Ceará-Mirim, após captura, acondicionado em aquário fotográfico. Setas pretas indicam manchas escuras transversais ao longo do corpo. UFRN 5654, 74,2 mm CP, Rio Ceará-Mirim, Ceara-Mirim, RN, Brasil.

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Tabelas suplementares: Tabela suplementar I: Dados morfométricos e merísticos da série tipo de Plecostomus carvalhoi. DP = Desvio Padrão, CP = Comprimento Padrão.

Síntipo Amplitude Média DP Comprimento padrão (mm) 105,0 95,0-144,1 119,9 23,5 Porcentagens do CP Comprimento pré-dorsal 40,3 37,5_42,3 40,2 1,9 Comprimento da cabeça 34,2 33,6_38,1 35,3 1,9 Largura cleitral 31,1 31,1_32,8 31,9 0,8 Altura da cabeça 18,8 18,6_20,1 19,1 0,6 Distância interdorsal 19,0 16,8_19,0 17,9 0,9 Comprimento do pedúnculo caudal 31,0 27,4_31,0 29,2 1,6 Altura do pedúnculo caudal 9,5 9,5_10,6 10,0 0,4 Comprimento do espinho da nadadeira dorsal 31,3 - - - Comprimento torácico 26,6 31,3_38,3 25,4 1,9 Porcentagens do comprimento da cabeça Largura cleitral 90,8 82,2_97,5 90,7 3,5 Altura da cabeça 55,0 48,8_59,7 58,7 2,4 Comprimento do focinho 60,0 50,4_64,1 59,3 2,1 Diâmetro orbital 15,0 12,7_15,5 14,4 1,1 Largura interorbital 36,9 30,7_39,1 35,9 3,5 Largura mandibular 18,0 13,1_19,7 16,8 2,7 Outras porcentagens Diâmetro orbital no comprimento do focinho 25,0 19,9_28,3 24,4 3,4 Diâmetro orbital na distância interorbital 40,6 34,6_46,5 40,3 4,8 Largura mandibular na distância interorbital 48,8 42,7_50,3 46,6 3,5 Comprimento do espinho dorsal no comprimento pré-dorsal 77,8 77,8_97,6 89,7 10,2 Comprimento do primeiro raio peitoral no comprimento pré-dorsal 75,9 75,9_82,8 79,4 3,6 Espinho ventral da nadadeira caudal no comprimento pré-dorsal 88,2 88,2_101,6 72,1 7,0 Comprimento do espinho da adiposa na altura do pedúnculo caudal 94,0 73,5_94,0 81,9 9,5 Altura do pedúnculo caudal no comprimento do pedúnculo caudal 30,6 30,6_36,0 34,3 2,4 Distância interdorsal na base da nadadeira Dorsal 81,3 58,9_81,3 69,6 9,2 Comprimento do lábio inferior na largura do lábio inferior 29,8 29,8_33,8 31,7 1,8 Contagens Amplitude Moda DP Série de placas medianas 26 26_26 26 0 Placas margeando o supraoccipital 3 3_3 3 0 Placas pré-dorsal 1 1_1 1 0 Placas da base da nadadeira dorsal 8 8_9 8 0,5 Placas entre as nadadeiras dorsal e adiposa 7 6_7 7 0,5

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Placas entre as nadadeiras adiposa e caudal 4 4_4 4 0 Placas entre as nadadeiras anal e caudal 12 18_12 12 0 Dentes do pré-maxilar 29 19_19 - 0 Dentes do dentário 28 17_22 - 3,5

Tabela suplementar II: Dados morfométricos e merísticos da série tipo de Plecostomus jaguribensis. DP = Desvio Padrão, CP = Comprimento Padrão.

Holótipo Amplitude Média DP Comprimento padrão (mm) 97 67,4-142,6 112,4 28,8 Porcentagens do CP Comprimento pré-dorsal 41,3 38,5-42,0 40,6 1,8 Comprimento da cabeça 35,3 31,7-35,4 40,6 2,1 Largura cleitral 32,7 31,8-34,0 32,0 1,0 Altura da cabeça 21,3 19,4-21,4 20,7 1,1 Distância interdorsal 18,5 17,1-18,5 17,7 0,7 Comprimento do pedúnculo caudal 30,9 29,6-31,9 30,8 1,1 Altura do pedúnculo caudal 9,8 9,5-10,7 10,0 0,6 Comprimento do espinho da nadadeira dorsal - - - - Comprimento torácico 23,0 23,0-27,2 24,7 2,1 Porcentagens do comprimento da cabeça Largura cleitral 92,7 92,7-100,4 96,3 3,8 Altura da cabeça 60,3 60,3-61,3 60,6 0,5 Comprimento do focinho 58,6 58,6-61,7 59,6 1,7 Diâmetro orbital 17,2 15,2-18,4 16,9 1,6 Largura interorbital 40,2 40,2-41,4 40,8 0,6 Largura mandibular 19,2 14,7-19,2 16,5 2,3 Outras porcentagens Diâmetro orbital no comprimento do focinho 29,3 24,6-31,4 28,4 3,4 Diâmetro orbital na distância interorbital 42,7 36,7-45,0 41,5 4,3 Largura mandibular na distância interorbital 47,8 36,0-47,8 40,5 6,3 Comprimento do espinho dorsal no comprimento pré-dorsal - - - - Comprimento do primeiro raio peitoral no comprimento pré-dorsal 82,5 78,7-83,6 81,6 2,5 Espinho ventral da nadadeira caudal no comprimento pré-dorsal - - - - Comprimento do espinho da adiposa na altura do pedúnculo caudal 98,9 82,2-98,9 91,3 8,4 Altura do pedúnculo caudal no comprimento do pedúnculo caudal 32,0 32,0-33,5 32,5 0,8 Distância interdorsal na base da nadadeira dorsal 69,2 63,0-69,2 65,9 3,0 Comprimento do lábio inferior na largura do lábio inferior 29,7 25,0-31,4 28,7 3,3 Contagens Amplitude Moda DP

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Série de placas medianas 26 26-27 26 0,5 Placas margeando o supraoccipital 3 3_3 3 0 Placas pré-dorsal 1 1_1 1 0 Placas da base da nadadeira dorsal 8 8_9 8 0,5 Placas entre as nadadeiras dorsal e adiposa 7 6_7 7 0,5 Placas entre as nadadeiras adiposa e caudal 4 4_4 4 0 Placas entre as nadadeiras anal e caudal 13 12_13 13 0,5 Dentes do pré-maxilar 26 26_31 - 3,5 Dentes do dentário 29 29_30 29 0,5

Tabela suplementar III: Dados morfométricos e merísticos da série tipo de Plecostomus papariae. DP = Desvio Padrão, CP = Comprimento Padrão.

Holótipo Amplitude Média DP Comprimento padrão (mm) 94,3 94,0_126,6 105,6 14,3 Porcentagens do CP Comprimento pré-dorsal 46,2 38,1_46,2 42,4 3,4 Comprimento da cabeça 39,2 31,9_39,2 36,0 3,1 Largura cleitral 36,1 31,3_36,1 33,7 2,2 Altura da cabeça 22,5 19,2_22,9 21,1 1,9 Distância interdorsal 20,4 14,5_20,4 17,1 2,8 Comprimento do pedúnculo caudal 34,0 26,3_34,0 30,9 3,7 Altura do pedúnculo caudal 11,1 10,1_11,9 10,6 0,5 Comprimento do espinho da nadadeira dorsal 34,6 - - - Comprimento torácico 28,1 23,5_28,1 25,4 1,9 Porcentagens do comprimento da cabeça Largura cleitral 92,1 92,0_98,2 93,9 2,9 Altura da cabeça 57,5 56,0_61,1 58,7 2,4 Comprimento do focinho 61,0 59,5_61,8 61,0 1,0 Diâmetro orbital 16,4 15,3_17,4 16,2 0,9 Largura interorbital 39,7 38,2_41,5 40,2 1,5 Largura mandibular 17,8 16,0_17,8 16,9 0,7 Outras porcentagens Diâmetro orbital no comprimento do focinho 26,9 24,8_28,2 26,5 1,4 Diâmetro orbital na distância interorbital 41,4 36,9_45,5 40,3 4,0 Largura mandibular na distância interorbital 44,8 38,6_44,8 42,0 3,2 Comprimento do espinho dorsal no comprimento pré-dorsal 75,0 - - - Comprimento do primeiro raio peitoral no comprimento pré-dorsal 84,8 80,0-84,8 61,3 2,5 Espinho ventral da nadadeira caudal no comprimento pré-dorsal 94,4 94,4_106,6 76,3 - Comprimento do espinho da adiposa na altura do pedúnculo caudal 80,9 69,5_97,2 80,6 10,5 Altura do pedúnculo caudal no comprimento do pedúnculo caudal 32,7 32,7-38,3 34,6 2,6

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Distância interdorsal na base da nadadeira Dorsal 70,1 52,7_75,5 63,4 11,0 Comprimento do lábio inferior na largura do lábio inferior 29,4 29,0_34,1 31,1 2,3 Contagens Amplitude Moda DP Série de placas medianas 26 26_26 26 0 Placas margeando o supraoccipital 3 3_3 3 0 Placas pré-dorsal 1 1_1 1 0 Placas da base da nadadeira dorsal 8 8_9 8_9 0,5 Placas entre as nadadeiras dorsal e adiposa 7 6_7 6_7 0,5 Placas entre as nadadeiras adiposa e caudal 4 4_4 4 0 Placas entre as nadadeiras anal e caudal 12 18_12 12 0 Dentes do pré-maxilar 29 28_33 29 2,2 Dentes do dentário 28 28_33 28 2,4

Tabela suplementar IV: Dados morfométricos e merísticos da série tipo de Plecostomus pusarum. DP = Desvio Padrão, CP = Comprimento Padrão. Holótipo Amplitude Média DP Comprimento padrão (mm) 142,6 67,4-142,6 112,4 28,8 Porcentagens do CP Comprimento pré-dorsal 41,5 40,5-42,8 41,6 0,7 Comprimento da cabeça 34,3 34,0-54,6 37,1 1,1 Largura cleitral 34,0 32,9-35,2 33,7 0,6 Altura da cabeça 21,1 19,7-23,5 20,9 1,0 Distância interdorsal 17,2 13,6-18,4 16,8 1,3 Comprimento do pedúnculo caudal 26,9 20,4-31,9 27,9 3,2 Altura do pedúnculo caudal 10,5 10,1-11,4 10,4 0,4 Comprimento do espinho da nadadeira dorsal 34,6 32,8-34,6 27,1 0,8 Comprimento torácico 25,1 25,1-27,0 25,8 0,7 Porcentagens do comprimento da cabeça Largura cleitral 99,1 87,7-101,4 96,7 4,1 Altura da cabeça 61,6 52,5-67,7 60,0 4,2 Comprimento do focinho 63,0 57,7-64,0 61,6 2,0 Diâmetro orbital 14,2 14,2-18,5 16,3 1,4 Largura interorbital 41,6 36,3-42,2 39,7 1,8 Largura mandibular 15,9 15,1-18,9 16,2 1,1 Outras porcentagens Diâmetro orbital no comprimento do focinho 22,6 22,6-32,1 26,5 2,8 Diâmetro orbital na distância interorbital 34,3 34,3-51,0 40,8 5,0 Largura mandibular na distância interorbital 38,2 35,9-52,1 40,4 4,6 Comprimento do espinho dorsal no comprimento pré-dorsal 83,3 78,4-85,2 65,8 2,8 Comprimento do primeiro raio peitoral no comprimento pré-dorsal 82,6 78,7-84,4 82,4 1,7 Espinho ventral da nadadeira caudal no 104,2 95,8-113,9 81,2 7,6 100

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comprimento pré-dorsal Comprimento do espinho da adiposa na altura do pedúnculo caudal 66,6 64,1-91,9 77,9 7,2 Altura do pedúnculo caudal no comprimento do pedúnculo caudal 39,0 34,3-49,8 38,0 5,0 Distância interdorsal na base da nadadeira Dorsal 60,0 50,0-94,1 63,8 5,3 Comprimento do lábio inferior na largura do lábio inferior 32,1 26,1-54,9 34,8 2,7 Contagens Amplitude Moda DP Série de placas medianas 26 25-26 26 0,3 Placas margeando o supraoccipital 3 3_3 3 0 Placas pré-dorsal 1 6_7 7 0,4 Placas da base da nadadeira dorsal 8 8_9 8 0,3 Placas entre as nadadeiras dorsal e adiposa 7 6_7 7 0,4 Placas entre as nadadeiras adiposa e caudal 4 3_4 4 0,5 Placas entre as nadadeiras anal e caudal 12 11_13 12 0,6 Dentes do pré-maxilar 36 28-36 36 3,1 Dentes do dentário 35 26-35 35 2,8

Tabela suplementar V: Dados morfométricos e merísticos da série tipo de Plecostomus nudiventris.

Holótipo Comprimento padrão (mm) 56,8 Porcentagens do CP Comprimento pré-dorsal 44,0 Comprimento da cabeça 38,9 Largura cleitral 33,2 Altura da cabeça 20,4 Distância interdorsal 15,3 Comprimento do pedúnculo caudal 30,1 Altura do pedúnculo caudal 10,3 Comprimento do espinho da nadadeira dorsal Comprimento torácico 27,1 Porcentagens do comprimento da cabeça Largura cleitral 85,5 Altura da cabeça 52,4 Comprimento do focinho 57,0 Diâmetro orbital 17,6 Largura interorbital 36,6 Largura mandibular 17,1 Outras porcentagens Diâmetro orbital no comprimento do focinho 30,9 Diâmetro orbital na distância interorbital 48,1 Largura mandibular na distância interorbital 46,9 Comprimento do espinho dorsal no comprimento pré-dorsal 0 Comprimento do primeiro raio peitoral no comprimento pré-dorsal 72,8 Espinho ventral da nadadeira caudal no 94,0

101

102 comprimento pré-dorsal Comprimento do espinho da adiposa na altura do pedúnculo caudal 76,2 Altura do pedúnculo caudal no comprimento do pedúnculo caudal 34,5 Distância interdorsal na base da nadadeira dorsal 56,8 Comprimento do lábio inferior na largura do lábio inferior 33,0 Contagens Série de placas medianas 26 Placas margeando o supraoccipital 3 Placas pré-dorsal 1 Placas da base da nadadeira dorsal 8 Placas entre as nadadeiras dorsal e adiposa 6 Placas entre as nadadeiras adiposa e caudal 4 Placas entre as nadadeiras anal e caudal 12 Dentes do pré-maxilar 23 Dentes do dentário 23

102

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Tabela Suplementar VI: Informações sobre o material de Hypostomus que foi sequenciado nesse estudo (Espécies, identificação dos códigos utilizados na filogenia, localidades, e números de tombo dos lotes testemunhos.

Número de Espécies Códigos das sequências Localidades, bacias Amostras tombo Parotocinclus spilurus Parotocinclusspilurus Rio Salgado, Icó, CE, Brasil TIUFRN2400 UFRN1252 Hypostomus pusarum 293Hpusarum Rio Ceará-mirm, Ceará-mirm, RN, Brasil TIUFRN0293 UFRN 1127 Hypostomus pusarum 294Hpusarum Rio Ceará-mirm, Ceará-mirm, RN, Brasil TIUFRN0294 UFRN 1127 Hypostomus pusarum 295Hpusarum Rio Ceará-mirm, Ceará-mirm, RN, Brasil TIUFRN0295 UFRN 1127 Hypostomus pusarum 296Hpusarum Rio Ceará-mirm, Ceará-mirm, RN, Brasil TIUFRN0296 UFRN 1127 Hypostomus jaguribensis 1081Hjaguribensis Rio Umbuzeiro, afluente do Rio Jaguaribe, Aiuaba, CE, Brasil TIUFRN1081 UFRN0607 Hypostomus jaguribensis 1082Hjaguribensis Rio Umbuzeiro, afluente do Rio Jaguaribe, Aiuaba, CE, Brasil TIUFRN1082 UFRN0607 Hypostomus papariae 2851Hpapariae Bacia do Rio Trairi, Coronel Ezequiel, RN, Brasil TIUFRN2851 UFRN2304 Hypostomus papariae 2853Hpapariae Bacia do Rio Trairi, Coronel Ezequiel, RN, Brasil TIUFRN2853 UFRN2304 Hypostomus nudiventris 3616Hnudiventris Rio Choró, Chorozinho, CE, Brasil TIUFRN3616 UFRN4888 Hypostomus carvalhoi 1914Hcarvalhoi Rio Granjeiro, Crato, CE, Brasil. TIUFRN1914 UFRN1810 Hypostomus carvalhoi 2578Hcarvalhoi Rio Granjeiro, Crato, CE, Brasil. TIUFRN2578 UFRN2017 Hypostomus salgadae 3646Hsalgadae Rio Salgado, Icó, CE, Brasil TIUFRN3646 UFRN3061 Hypostomus salgadae 3647Hsalgadae Rio Salgado, Icó, CE, Brasil TIUFRN3647 UFRN3061 Hypostomus sp1 3619Hypostomussp1 Rio Poty, Crateús, CE, Brasil TIUFRN3619 UFRN5078 Hypostomus sp1 3620Hypostomussp1 Rio Poty, Crateús, CE, Brasil TIUFRN3620 UFRN5079 Hypostomus sp1 3621Hypostomussp1 Rio Poty, Crateús, CE, Brasil TIUFRN3621 UFRN5080 Hypostomus sp1 3622Hypostomussp1 Rio Poty, Crateús, CE, Brasil TIUFRN3622 UFRN5081 Hypostomus sp1 2884Hypostomussp1 Cachoeira do Pintado, afluente do rio Água Quente, Barreiras do Piauí, PI, Brasil TIUFRN2884 UFRN3043 Hypostomus sp1 2885Hypostomussp1 Cachoeira do Pintado, afluente do rio Água Quente, Barreiras do Piauí, PI, Brasil TIUFRN2885 UFRN3043 Hypostomus sp1 3704Hypostomussp1 Rio Piauí, na vazante da barragem Jenipapo, PI, Brasil TIUFRN3704 UFRN2220 Hypostomus sp1 3705Hypostomussp1 Rio Piauí, na vazante da barragem Jenipapo, PI, Brasil TIUFRN3705 UFRN2220 Hypostomus sp1 3706Hypostomussp1 Rio Guaribas no povoado de Torrões, Picos, PI, Brasil TIUFRN3706 UFRN1492 Hypostomus sp1 2893Hypostomussp1 Rio Parnaíba, Alto Parnaíba, MA, Brasil TIUFRN2893 UFRN3090 Hypostomus sp1 2894Hypostomussp1 Rio Parnaíba, Alto Parnaíba, MA, Brasil TIUFRN2894 UFRN3091 Hypostomus sp1 3597Hypostomussp1 Rio Guaribas no povoado de Torrões, Picos, PI, Brasil TIUFRN3597 UFRN1492 Hypostomus sp4 4851Hypostomussp4 Riacho do Muquem, Barão do Grajaú, MA, Brasil TIUFRN4851 UFRN5511

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Hypostomus sp4 4853Hypostomussp4 Riacho do Muquem, Barão do Grajaú, MA, Brasil TIUFRN4853 UFRN5511 Hypostomus sp4 4854Hypostomussp4 Riacho do Muquem, Barão do Grajaú, MA, Brasil TIUFRN4854 UFRN5511 Hypostomus sp4 4834Hypostomussp4 Riacho do Muquem, Barão do Grajaú, MA, Brasil TIUFRN4834 UFRN5511 Hypostomus cf pusarum 1433HpusarumSAFR Riacho da Serrinha, afluente do Rio São Francisco, Serra Talhada, PE, Brasil TIUFRN1433 UFRN0725 Hypostomus cf pusarum 1434HpusarumSAFR Riacho da Serrinha, afluente do Rio São Francisco, Serra Talhada, PE, Brasil TIUFRN1434 UFRN0725 Hypostomus cf pusarum 1461HpusarumSAFR Barragem Dr. José Alves, bacia do Rio São Francisco, Serra Talhada, PE, Brasil TIUFRN1461 UFRN0727 Hypostomus cf pusarum 1462HpusarumSAFR Barragem Dr. José Alves, bacia do Rio São Francisco, Serra Talhada, PE, Brasil TIUFRN1462 UFRN0727 Hypostomus cf pusarum 2034HpusarumAPO Rio Apodi a jusante da Barragem de Santa Cruz, RN, Brasil TIUFRN2034 UFRN1818 Hypostomus cf pusarum 2035HpusarumAPO Rio Apodi a jusante da Barragem de Santa Cruz, RN, Brasil TIUFRN2035 UFRN1818 Hypostomus cf pusarum 2020HpusarumAPO Rio Apodi Mossoró, Apodi, RN, Brasil TIUFRN2020 UFRN1813 Hypostomus cf pusarum 2021HpusarumAPO Rio Apodi Mossoró, Apodi, RN, Brasil TIUFRN2021 UFRN1813 Hypostomus cf pusarum 1254HpusarumPAC Rio Piranhas-Açu, Jardim de Piranhas, RN, Brasil TIUFRN1254 UFRN0311 Hypostomus cf pusarum 1254HpusarumPAC Rio Piranhas-Açu, Jardim de Piranhas, RN, Brasil TIUFRN1274 UFRN0311 Hypostomus cf pusarum 1039HpusarumPB Rio Paraíba, vazante da barragem Epitácio Pessoa, Boqueirão, PB, Brasil TIUFRN1039 UFRN0730 Hypostomus cf pusarum 1040HpusarumPB Rio Paraíba, vazante da barragem Epitácio Pessoa, Boqueirão, PB, Brasil TIUFRN1040 UFRN0730 Hypostomus sertanejo 1841Hsertanejo Vazante do Açude Orós, bacia do Rio Jaguaribe, Orós. CE TIUFRN1841 UFRN 1802 Hypostomus sertanejo 1842Hsertanejo Vazante do Açude Orós, bacia do Rio Jaguaribe, Orós. CE TIUFRN1842 UFRN 1802 Hypostomus johnii 4805Hjohnii Rio do Pejuaba, a montante da barragem Piracuruca, Alto Alegre, PI, Brasil TIUFRN4805 UFRN5494 Hypostomus johnii 4806Hjohnii Rio do Pejuaba, a montante da barragem Piracuruca, Alto Alegre, PI, Brasil TIUFRN4806 UFRN5494 Hypostomus velhochico 9008Hvelhochico Rio das rãs, sub bacia do Rio Corrente, São Francisco, Vesperina, BA UESB 9008 UESB 9008 Hypostomus velhochico 9024Hvelhochico Rio Japoré, sub bacia do Rio Corrente, São Francisco, Manga, MG UESB 9024 UESB 9024

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______2° CAPÍTULO

Taxonomia integrativa revela nova espécie de Hypostomus (Ostariophysi: Loricariidae) e estima distribuição geográfica das espécies do gênero na ecorregião Parnaíba, Nordeste do Brasil

Resumo

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A bacia do rio Parnaíba nos últimos anos tem se destacado no âmbito de riqueza de espécies de peixes de água doce, com algumas sendo descritas recentemente. No presente estudo, descrevemos uma nova espécie de Hypostomus para a bacia do rio Parnaíba com base em taxonomia integrativa (análises moleculares com DNA barcode e morfologia tradicional), bem como, uma estimativa da distribuição das espécies do gênero que ocorrem na ecorregião Parnaíba. A nova espécie é distinguível da maioria de seus congêneres, principalmente por possuir um grande número de dentes no pré-maxilar e dentário, um longo ângulo no dentário de 115° a 135°, por apresentar um padrão de manchas arredondadas escuras em um corpo claro e abdômen sem placas. Análises com DNA barcode suportam o monofiletismo do novo táxon. A nova espécie é simpátrica com seus congêneres H. johnii (Steindachner), H. pusarum (Starks), Hypostomus sp. n. 1 e H. vaillanti (Steindachner), na bacia do rio Parnaíba. O novo táxon difere de H. johnii, H. pusarum e Hypostomus sp. n 1 por ter o abdômen desprovido de placas e odontódeos (vs. placas e odontódeos amplamente distribuídos no abdômen), e difere de H. vaillanti por apresentar corpo claro com manchas arredondadas escuras (vs. corpo coberto por manchas escuras vermiculares sobre corpo com coloração um pouco mais clara). A nova espécie é descrita do alto rio Parnaíba, com ocorrência nos estados do Maranhão e Piauí, restrita as porções da bacia sob domínio do bioma Cerrado. Além disso, delimitamos as áreas de ocorrência de cinco espécies de Hypostomus na ecorregião, mostrando que possuem padrões distintos de distribuição, algumas delas sem sobreposição. Por fim, propomos uma chave de identificação para o gênero nas ecorregiões Parnaíba e Caatinga Nordeste e Drenagens Costeiras que poderá nortear futuros estudos sistemáticos e programas de conservação envolvendo esse táxóns.

Palavras-chaves: DNA Barcode, diversidade críptica, loricariidae, hypostominae, rio

Parnaíba.

Abstract

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The Parnaíba river basin has been standing out in terms of richness of freshwater fish species, with some described recently. The description of a new species of Hypostomus for the Parnaíba river basin based on integrative taxonomy (molecular analyzes with DNA barcode and traditional morphology), as well as an estimate of the distribution of species of the genus that occur in the Parnaíba ecoregion, were presented here. The new species is distinguishable from most of its congeners mainly because it has a large number of teeth in the premaxillary and dentary, a long angle of the dentary from 115° to 135°, for presenting a pattern of dark spots, and abdomen without plaques. Analyzes of DNA barcode and species delimitation support monophily of the new species within the group. The new species is sympatric with H. johnii (Steindachner), H. pusarum (Starks), Hypostomus sp. n. 1 and H. vaillanti (Steindachner), in the Parnaíba river basin. Hypostomus sp. n. 2 differs from H. johnii, H. pusarum and Hypostomus sp. n 1 because its abdomen lacks plaques and odontodes (vs. plaques and odontodes widely distributed in the abdomen), and it differs from H. vaillanti because it has a light-colored body with dark round spots (vs. a body covered by dark vermiculations spots against a lighter- colored body). The new species is described for the upper Parnaíba River, occurring in the states of Maranhão and Piauí, restricted to portions of the basin under the domain of the Cerrado biome. In addition, we delimited the areas of occurrence of five species of Hypostomus in the ecoregion, showing that they have different patterns of distribution, some without overlap. Finally, an identification key for the gender in the Parnaíba and Caatinga Nordeste and Coastal Drainages ecoregions is presented here.

Key words: DNA Barcode, cryptic diversity, loricariidae, hypostominae, Parnaíba river.

INTRODUÇÃO

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O gênero Hypostomus é o mais rico em número de táxons dentro da família Loricariidae, contendo cerca de 149 espécies nominais (Lujan et al. 2015; de Oliveira- Brandão et al. 2018; Fricke et al. 2020; Queiroz et al. 2020). Nos últimos anos, esse grupo tem sido alvo de diversos estudos sistemáticos devido a sua complexidade taxonômica (Montoya-Burgos, 2003; Cardoso et al., 2012; Silva et al., 2016; Dias & Zawadzki, 2018; de Oliveira-Brandão et al., 2018; Cardoso et al., 2019; Anjos et al., 2020; Queiroz et al., 2020). As espécies do gênero Hypostomus são caracterizadas morfologicamente por apresentar corpo dorsoventralmente achatado e coberto por placas ósseas, habitam os mais diversos tipos de microhabitats, desde ambientes com sedimento pedregoso e regime lótico com alto fluxo de oxigênio, até ambientes com sedimento lamoso, águas lenticas e turvas (Weber 2003; Casatti et al. 2005; Sá-Oliveira & Isaac 2015; Lujan et al. 2015). O grande número de espécies descritas atrelado a plasticidade fenotípica, é atualmente um desafio para identificação de novas espécies. Com isso, o uso da taxonomia integrativa, unindo ferramentas morfológicas e genéticas, pode ser crucial para elucidar dúvidas a respeito da validade das espécies desse gênero, assim como, de seus limites de distribuição geográfica (Zawadzki et al. 2012; Zanata & Pitanga 2016; Cardoso et al. 2019; Anjos et al. 2019). Nas bacias hidrográficas da região Nordeste do Brasil, existem atualmente 21 espécies de Hypostomus descritas, das quais dez ocorrem na ecorregião São Francisco (SAFR), sete na Caatinga Nordeste e Drenagens Costeiras (CNDC), sete na ecorregião Nordeste da Mata Atlântica (MANE) e duas na ecorregião Parnaíba (PNB) (Abell et al. 2008; Ramos et al. 2014; Barbosa & Soares 2017; Lima et al. 2017). As drenagens da ecorregião Parnaíba se encontram sobre domínio dos biomas Caatinga e Cerrado, e tem como principal bacia a do rio Parnaíba, segunda maior bacia hidrográfica do Nordeste (Rosa et al. 2003; Ramos et al. 2014). Na ecorregião Parnaíba (PNB), foram registradas a ocorrência de três espécies de Hypostomus: H. auroguttatus Kner, 1854; H. plecostomus (Linnaeus, 1758); H. vaillanti (Steindachner, 1877) (Ramos 2012; Ramos et al., 2017). Entretanto apenas duas espécies foram confirmadas na ecorregião, H. johnii (Steindachner, 1877) e H. vaillanti (Ramos et al., 2017). Hypostomus johnii foi descrita, com localidade tipo para o rio Poti na bacia do rio Parnaíba e rio Preto na bacia do São Francisco. No entanto, Ramos et al. (2017) ao redescrever a espécie, confirmaram H. johnii apenas na bacia do rio Parnaíba, limitando a distribuição desse táxon a ecorregião PNB. Além de H. johnii, Ramos et al. (2014)

109 elencaram quatro prováveis espécies novas pertencentes à Hypostomus na bacia do rio Parnaíba, sem fornecer caracteres diagnósticos para as mesmas. No presente trabalho, avaliamos por métodos integrativos (morfológicos e moleculares), as possíveis espécies de Hypostomus elencadas por Ramos et al. (2014). Além disso, estimamos a distribuição geográfica e inferimos relações filogenéticas das espécies já descritas para a ecorregião, H. johnii e H. vaillanti, além das espécies registradas por Ramos et al.(2014), a partir de dados de coletas recentes e material depositado em coleções ictiológicas regionais. Ademais, é proposta a primeira chave de identificação para o gênero das ecorregiões CNDC e PNB, que poderá nortear novos estudos sistemáticos evolutivos dentro do grupo.

MATERIAIS E MÉTODOS

Coleta de dados

Foram realizadas coletas adicionais na bacia do rio Parnaíba para aquisição de material para análises moleculares, visto que, a maior parte do material já encontrava-se depositado na Coleção de Ictiologia da Universidade Federal da Paraíba (CIUFPB) e na Coleção de Ictiologia da Universidade Federal do Rio Grande do Norte (CIUFRN) fixados em formalina. Os espécimes foram coletados com vários petrechos de pesca (arrasto, tarrafa, redes de espera, peneiras e puçás), anestesiados em campo com eugenol seguindo Lucena et al. (2013), e posteriormente fixados em formalina 10%. Após sete dias foram transferidos para etanol 70% (Malabarba & Reis 1987). Os indivíduos que foram utilizados para análise molecular, tiveram uma porção da nadadeira pélvica ou tecido da musculatura retirada ainda em campo e fixado em álcool PA (99%), em seguida foram etiquetados individualmente.

Dados morfológicos

Foram medidos 22 exemplares da nova espécie. As medidas utilizadas e suas respectivas terminações seguiram Boeseman (1968), modificado por Weber (1985) e Zawadzki et al. (2008). Contagens e a nomenclatura óssea segue Schaefer (1987), modificado por Oyakawa et al. (2005). O comprimento padrão (CP) foi expresso em milímetros, e as demais medidas foram expressas em porcentagem do CP. Análises

110 osteológicas foram realizadas quando necessário, com dupla coloração para amostras de ossos e cartilagens, de acordo com o procedimento de Taylor & Van Dyke (1985).

Análise de dados morfológicos

Para análises morfológicas com fins comparativos, foram utilizados dados morfométricos. A priori, foi realizado a correção do efeito alométrico Lleonart et al. (2000), com a finalidade de eliminar os efeitos de colinearidade (Zuur et al. 2010), posteriormente foi realizado o VIF (valores de fator de inflação da variância) e após essa análise, algumas variáveis foram retiradas, afim de que todas apresentassem um valor acima de cinco. Depois da remoção das medidas com colinearidade acima de sete, foram selecionadas e utilizadas 15 medidas. Em seguida, com o propósito de diminuir a dimensionalidade dos dados (Jolliffe 2002) foi realizada uma análise de componentes principais (ACP) e posteriormente, uma análise de Variável Canônica (CVA) foi realizada para uma discriminação entre grupos usando o pacote ggord (Beck 2017) e por fim uma Permanova foi feita como análise discriminante. Todas as análises foram realizadas no programa R (R Core Team 2018). Para uma análise de componentes principais com finalidade comparativa foram medidos um total de 17 exemplares de H. johnii, 10 de H. pusarum, 10 de Hypostomus sp.n. 1 e 17 de Hypostomus sp. 2. Os exemplares medidos de H. vaillanti totalizaram apenas 3, e de Hypostomus sp. 3 apenas um indivíduo, e devido ao baixo número de exemplares, essas espécies não entraram na análise estatística morfométrica.

Dados moleculares

Para a extração do DNA, foi realizada a partir da Extração salina (modificado de Bruford et al. 1992), seguindo o seguinte protocolo: Tampão de lise (Tris 1M Ph8, NaCl 5M, EDTA 0.5M Ph8, SDS 10%, Proteinase K 10mg/Ml e dH2O), posteriormente a precipitação em isopropanol (C3H8O) gelado, ressuspensão em água miliq, e a manutenção do DNA no freezer a -20°C. A reação em cadeia da polimerase (PCR) foi realizada para o gene Citocromo Oxidase subunidade 1 (CO1), utilizando os iniciadores com as seguintes combinações: FishF1: 50TCAACCAACCACAAAGACATTGGCAC30, FishR1–

111

50TAGACTTCTGGGTGGCCAAAGAATCA30 (Ward et al. 2005). O programa de amplificação consistiu em uma desnaturação de 4 min a 94°C, seguido por 35 ciclos de 1 min a 94°C, 1 min a 47°C e 1 min a 72°C, terminando numa fase de extensão de 5min a 72°C. O produto da PCR foi visualizado em gel de agarose a 1% corado com GelRed (Biotium). As etapas de purificação e sequenciamento foram realizadas pela empresa coreana Macrogen (http://www.macrogen.com), os sequenciamentos foram realizados no sentido Foward e Reverse. Foram utilizados tecidos de vinte e seis espécimes de Hypostomus (H. johnii, H. vaillanti, Hypostomus sp. n. 1 e Hypostomus sp. 2 de Ramos et al., 2014) obtidas a partir de exemplares coletados na bacia do rio Parnaíba, H. pusarum do rio Ceará-Mirim (visto que não foi possível obter amostras de H. pusarum do rio Parnaíba para análises moleculares, apenas para as análises morfológicas), H. sertanejo Zawadzki, Ramos & Sabaj Pérez 2017, do rio Jaguaribe, estas duas últimas da ecorregião Caatinga Nordeste e Drenagens Costeiras, e H. velhochico Zawadzki, Oyakawa & Britski 2017 do rio São Francisco, devidamente amplificados. Como grupo externo foi utilizada uma sequência de Parotocinclus spilurus (Fowler, 1941) (Tab. Sup. I).

Análises filogenéticas e de delimitação de espécies

As sequências tiveram seus eletroferogramas editados no programa SeqMan (DNASTAR, Lasergene Software Package), e alinhados no programa MEGA 6.0 (Tamura et al. 2013), usando o algoritmo ClustalW (Thompson et al. 1994). Foi gerado um conjunto de dados final com fragmentos de CO1 de 651 pares de base. Foi realizada uma reconstrução filogenética bayesiana no programa BEAST 1.8 (Drummond et al. 2012) utilizando o modelo de substituição nucleotídica HKY + G, determinado no programa MEGA 6.0, usando Akaike Iformation Criterion (AIC). O tempo de divergência das linhagens também foi calculado utilizando o programa BEAST 1.8. Para o relógio molecular foi utilizada uma taxa de mutação relaxada de 0.29% por milhões de anos usada para o gênero Hypostomus (Silva et al. 2016). Foram realizadas 106 corridas de MCMC (Markov Chain Monte Carlo), as árvores foram amostradas a cada 1.000 árvores, totalizando 10.000 árvores para cada análise. A visualização da convergência das cadeias de Markov no Tracer 1.6 (Drummond et al., 2012). Foi utilizado 15.000 de burn-in (15% das 10.000.000 capturadas a cada 1.000 árvores), acessando valores de probabilidade a posteriori dos nós utilizando o software Tree-Annotator

112 v.1.8.1. (Drummond et al. 2012). Os cálculos de distância genética foram realizados no software MEGA 6.0 utilizando o modelo K2P. Cinco análises de delimitação de espécies unilocus foram realizadas, com o objetivo de definir as Unidades Taxonômicas Operacionais Moleculares (MOTUs). A análise Generalized Mixed Yule-Coalescent (GMYC - Fujisawa & Barraclough, 2013) foram realizadas com limiar único (sGMYC) e com limiar múltiplo (mGMYC) a partir da importação de uma árvore ultramétrica realizada do BEAST 1.8. As análises de Bayesian implementation of Poisson tree processes (bPTP) assim como a de Máxima-Verossimilhança (mPTP) (Zhang et al. 2013), foram realizadas a partir da importação de uma árvore de Máxima Verossimilhança realizada no programa MEGA 6.0. As análises de GMYC e PTP foram realizadas no servidor online (www.species.h-its.org). Além disso, foi realizada a análise Automatic Barcode Gap Discovery (ABGD), que consiste nas distancias genéticas calculadas a partir de um único locus, para a sua realização é importada a matriz de distância no formato MEGA, realizada no programa MEGA 6.0, no servidor online (https://bioinfo.mnhn.fr/abi/public/abgd/), onde foram utilizadas três opções de distância (Jukes-Cantor, Kimura 2-parâmetro e Simples), os intervalos pré-específicos intraespecíficos de 0,001 a 0,2, em dez etapas e a largura relativa da lacuna de 1,5.

RESULTADOS

Morfologia

Os resultados da análise exploratória mostram que quatro das espécies de Hypostomus coletadas não se sobrepõe e formaram grupos significativamente distintos, com o p = <0,01 (Permanova). Hypostomus johnii e Hypostomus sp. 2 se sobrepuseram parcialmente, assim como H. pusarum e Hypostomus sp. 1. Porém, dessa forma foi possível observar pequenas diferenças nas medidas, que são geralmente difíceis de detectar com medidas lineares, apoiando a hipótese de independência dos morfótipos (Fig. 1).

113

Figura 1: Análise de variáveis canônicas com dados morfológicos de algumas espécies de Hypostomus da bacia do rio Parnaíba.

O eixo 1 e 2 explicaram juntos 96,49% da variação, com as medidas de comprimento do cleitro, comprimento da cabeça, altura da cabeça, distância entre as órbitas e comprimento da maxila com maiores valores no eixo 1, e diâmetro da órbita, comprimento do focinho, comprimento interdorsal e comprimento pós-anal do pedúnculo caudal no eixo 2.

Filogenia

Com base na topologia apresentada por Inferência Bayesiana, foi possível detectar uma nova entidade taxonômica que forma um clado monofilético, com alto suporte (Probabilidade posterior = 1). Hypostomus sp. 2 e H. johnii formam grupo irmão de H. sertanejo do CNDC e H. velhochico do SAFR (PP: 0.87). Foi estimado que Hypostomus sp. 2 espécie tenha se divergido de seu congênere sintópico (H. johnii) entre 2 - 3 Ma, no período do final do Plioceno e início do Pleistoceno (Fig. 2).

114

Figura 2: Árvore filogenética com inferência bayesiana para o marcador CO 1, incluindo Hypostomus sp. n.2, e demais congêneres que ocorrem na ecorregião Parnaíba e na ecorregião CNDC (Hypostomus pusarum e H. sertanejo). Os números acima dos ramos são valores de probabilidade posteriores.

A distância genética entre todas as espécies de Hypostomus variou de 1.2% (entre H. johnii e Hypostomus sp. n. 2) a 5.4% (Hypostomus sp. n. 2 e H. pusarum) (Tabela I). A análise de delimitação de espécies bPTP indicou dezessete como o melhor número de partições, mPTP sete, a ABGD cinco, mGMC onze partições, sGMYC oito partições. Três análises (sGMYC, mPTP e bPTP) consideraram H. johnii, H. vaillanti e Hypostomus sp. 2 como entidades distintas. Ainda que algumas análises sugiram mais delimitações dentro do conjunto de dados, decidimos ser conservadores e aceitar linhagens delimitadas pela maioria das análises.

115

Tabela I: Distancia genética (Kimura 2 parâmetros) entre algumas espécies de Hypostomus e o grupo externo (P. spilurus) que ocorrem na ecorregião Parnaíba, São Francisco e Caatinga Nordeste e Drenagens Costeiras.

1- 2- 3- 4- 5- 6- 7- 8- 9- 1- 293Hpusarum 2- 1842Hsertanejo 0,049 3- 4806Hjohnii 0,048 0,035 4- 4838Hypostomussp2 0,054 0,045 0,012 5- 4849Hvaillanti 0,022 0,043 0,038 0,045 6- 4848Hvaillanti 0,023 0,045 0,040 0,046 0,002 7- 2885Hypostomussp1 0,015 0,049 0,049 0,055 0,025 0,026 8- 9009Hvelhochico 0,043 0,028 0,037 0,046 0,037 0,038 0,043 9- 9008Hvelhochico 0,041 0,032 0,038 0,045 0,035 0,037 0,041 0,008 10- 2400Parotocinclusspilurus 0,169 0,164 0,172 0,171 0,157 0,158 0,161 0,175 0,174

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Logo a integração dos dados confirma de maneira significativa que Hypostomus sp. 2 de Ramos et al. (2014), é de fato uma nova espécie, aqui descrita.

Hypostomus sp. n. 2, nova espécie Fig. 3, Tabela II. Ramos et al. (2014) (Hypostomus sp. 2 em check-list de espécies); Silva et al. (2015) (Hypostomus sp. 2, check-list de espécies); Lima et al. (2017) (Hypostomus sp. 2 Check- list de espécies).

Figura 3: Hypostomus sp. n. 2, UFPB 9565, holótipo, 118.0 mm SL, rio Balsas, tributário do rio Parnaíba.

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Holótipo. UFPB 9565, 118.0 mm SL, Brasil, Estado do Maranhão, município de Sambaíba, rio Balsas, tributário do rio Parnaíba, 07°08'33.8''S 45°20'40.5''W, 08 Feb 2009, T. P. A. Ramos, P. Charvet, R. T. C. Ramos, G. Moro & E. França.

Parátipos. Todos do Brasil. Bacia do Rio Parnaíba – Estado do Maranhão: MZUSP 5068, 3, 23.5-98.7 mm CP, município de Grajaú, rio Grajaú, 15 Jun 1966, Excursão do Departamento de Zoologia. NUP 15658, 2, 100.3-108.9 mm CP, município de Sambaíba, rio Balsas, 07°08'33"S 45°20'45"W, 08 Feb 2009, T. P. A. Ramos. NUP 15948, 11, 45.0- 85.5 mm CP, município de Alto Parnaíba, na divisa de Santa Filomena no estado do Piauí, rio Parnaíba, 09°05'21.04''S 45°55'32.26''W, 9 Aug 2013, C. H. Zawadzki, T. Debona & D. Baumgartner. UFPB 7444, 10, 51.9-89.2 mm CP, município de Alto Parnaíba, rio Parnaíba, 09°06'53.8"S 45°55'37.8"W, 06 Feb 2009, T. P. A. Ramos, P. Charvet, R. T. C. Ramos, G. Moro & E. França. UFPB 8250, 19, 24.6-91.9 mm CP, município de Alto Parnaíba, rio Parnaíba, 09°06'52.3''S 45°55'35.2''W, 01 Apr 2010, T. P. A. Ramos & S. A. Q. A. Ramos. UFPB 8252, 5, 53.5-70.3 mm CP, município de São Francisco do Maranhão, rio Parnaíba, 06°15'02.1''S 42°51'19.0''W, 06 Apr 2010, T. P. A. Ramos & S. A. Q. A. Ramos. UFPB 9547, 1, 71.3 mm CP, município de Alto Parnaíba, Barra do Brejo village, rio Parnaíba, 09°18'16.3''S 45°54'13.0"W, 05 Feb 2009, T. P. A. Ramos, P. Charvet, R. T. C. Ramos, G. Moro & E. Franca. UFPB 9548, 2, 13.1-15.1 mm CP, córrego Cachoeira, município de São Raimundo das Mangabeiras, tributário do rio Balsas, 07°02'00.1''S 45°27'52.9''W, 08 Feb 2009, T. P. A. Ramos, P. Charvet, R. T. C. Ramos, G. Moro & E. Franca. UFPB 9567, 4, 70.3-96.3 mm CP, município de Alto Parnaíba, rio Parnaíba, 09°06'52.3''S 45°55'35.2''W, 24 Apr 2011, T. P. A. Ramos & S. A. Q. A. Ramos. UFPB 9646, 21, 77.7-107.0 mm CP. UFRN 5514, 110 mm CP, Riacho do Muquem, Povoado Manga, Barão do Grajaú, MA, Brasil, S. Costa, L. Neto, T. Ramos & Y. Ponce, 10 Dez 2018. UFRN 3092, 23, 14.51-84.50 mm CP, Rio Parnaíba, Alto Parnaíba, MA, Brazil, 09°06'54.3''S 45°55'37.8''W, 23 Jun 2014, Expedição PNNP. Estado do Piauí: MNRJ 42593, 3, 61.7-91.2 mm CP, município de Santa Filomena, rio Parnaíba, 09°30'45.3"S 45°20'39.2''W, 15 Sep 2009, T. P. A. Ramos, M. J. Silva & G. Moro. MZUSP 5125, 1, 64.9 mm CP, município de Teresina, rio Parnaíba, 19 Jun 1966, Excursão do Departamento de Zoologia. MZUSP 74921, 4, 71.6-91.2 mm CP, fazenda Água Limpa, perto da rodovia BR-343, rio Sorubim, tributário do rio Longá, 17 Nov 2001, M. C. C. De Pinna. MZUSP 98591, 1, 81.2 mm CP, município de Balsas, rio Balsas, bacia do rio Parnaíba, próximo aos restaurantes na beira do rio, 07°32'13''S 46°02'20''W,

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O. T. Oyakawa, A. Akama, V. Garutti & J. C. Nolasco. NUP 15956, 1, 67.9 mm CP, município de Corrente, rio Corrente, 10°26'29.4''S 45°10'23.2''W 12 Aug 2013, C. H. Zawadzki & D. Baumbartner. UFPB 8015, 1, 61.70-91.2 mm CP, município de Santa Filomena, rio Parnaíba, 09°08'04.2''S 45°55'45.2''W, 15 Sep. 2009, T. P. A. Ramos, M. J. Silva & G. Moro. UFPB 8249, 11, 39.9-81.7 mm CP, município de Santa Filomena, rio Parnaíba, 09°08'04,2''S 45°55'45.2''W, 02 Apr 2010, T. P. A. Ramos & S. A. Q. A. Ramos. UFPB 9549, 2, 52.5-66.6 mm CP, município de Ribeiro Gonçalves, rio Parnaíba, 07°33'24.6''S 45°14'58.2''W, Jul 2005, W. Severi. UFPB 9550, 2, 33.4-57.8 mm CP, município de Amarante, rio Parnaíba, 06°14'36.3''S 42°51'24.7''W, Jul 2005, W. Severi. UFPB 9566, 44, 51.3-85.6 mm CP, município de Santa Filomena, rio Parnaíba, 09°08'04.2''S 45°55'45.2''W, 21 Oct 2010, T. P. A. Ramos & S. A. Q. A. Ramos. UFPB 9568, 1, 82.1 mm CP, município de Ribeiro Gonçalves, rio Parnaíba, 07°33'24.6''S 45°14'58.2''W, 23 Apr 2011, T. P. A. Ramos & S. A. Q. A. Ramos. UFRN 2720, 3, 53.96 - 86.81mm CP, Rio Corrente sob ponte na BR 135, Corrente, PI, Brasil, 10°25'30.6''S 45°11'47.4''W, 18 Apr 2014, T. Ramos, L. Neto, M. Germano e L. Medeiros. UFRN 2806, 1, 66.54mm CP, Cabeceiras do Rio Gurguéia, São Gonçalo do Gurguéia, PI, Brasil, 10°4'38.8''S 45°20'18.2''W, 19 Jun 2014, S. Lima, R. Paiva, M. Silva e Y. Ponce. UFRN 3006, 1, 82.61mm CP, Rio Uruçuí Vermelho, próximo a Alto Alegre (Quebra-Bunda), Barreiras do Piauí, PI, 09°58'53''S, 45°33'11,7''W, 21 Jun 2014, Expedição PNNP.

Tabela II. Dados merísticos e morfométricos de Hypostomus sp. n. 2 da bacia do Rio Parnaíba, Brasil. DP: Desvio Padrão.

Hypostomus sp. n. 2 n = 22 Holótipo Amplitude Media DP Comprimento padrão (mm) 118.0 82.8-120.9 94.9 10.0 Porcentagens do CP Comprimento pré-dorsal 40.4 40.0-44.3 42.0 1.1 Comprimento da cabeça 32.3 32.6-37.6 34.2 1.2 Largura cleitral 30.2 29.6-32.9 30.8 0.7 Altura da cabeça 17.5 17.2-20.0 18.4 0.7 Distância interdorsal 17.0 14.9-22.3 17.0 1.4 Comprimento do pedúnculo caudal 31.0 29.7-35.1 31.4 1.2 Altura do pedúnculo caudal 9.8 9.0-10.6 9.9 0.3 Comprimento do espinho da nadadeira dorsal 21.7 21.7-27.0 24.8 1.6 Comprimento torácico 22.2 21.5-24.3 22.8 0.8 Porcentagens do comprimento da cabeça Largura cleitral 93.6 83.9-93.7 90.2 2.7 Altura da cabeça 54.1 47.6-57.7 53.8 2.4 Comprimento do focinho 65.6 61.9-68.8 65.9 1.7 Diâmetro orbital 14.6 14.6-18.7 16.1 1.1 Largura interorbital 40.0 34.1-42.6 38.8 2.0 Largura mandibular 17.9 17.9-21.8 19.6 0.9

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Outras porcentagens Diâmetro orbital no comprimento do focinho 22.3 21.8-29.0 24.5 2.0 Diâmetro orbital no comprimento do focinho 36.5 36.4-48.9 41.7 4.1 Comprimento do espinho dorsal no comprimento pré- 53.7 52.7-62.4 59.2 2.9 dorsal Comprimento do primeiro raio peitoral no 66.0 62.2-71.2 67.1 2.4 comprimento pré-dorsal Espinho ventral da nadadeira caudal no comprimento 73.2 73.0-95.7 80.8 6.7 pré-dorsal Comprimento do espinho da adiposa na altura do 95.5 81.1-107.5 94.2 6.8 pedúnculo caudal Altura do pedúnculo caudal no comprimento do 31.7 25.8-39.0 31.7 2.4 pedúnculo caudal Disntância interdorsal na base da nadadeira dorsal 63.7 58.7-79.7 66.8 5.0 Comprimento do lábio inferior na largura do lábio 53.8 46.3-69.8 60.2 6.3 inferior Contagens Amplitude Moda DP Série de placas medianas 25 25 25 - Placas pré-dorsal 3 3 3 _ Placas margeando o supraoccipital 2 1-2 1 0.2 Placas da base da nadadeira dorsal 7 7 7 - Placas entre as nadadeiras dorsal e adiposa 6 6-7 6 0.2 Placas entre as nadadeiras adipose e caudal 3 3-4 4 0.5 Placas entre as nadadeiras anal e caudal 12 12-13 12 0.3 Dentes do pré-maxilar 95 62-95 73 9.7 Dentes do dentário 110 64-110 76 11.7

Diagnose. Hypostomus sp. n. 2 difere de todas as suas congêneres, exceto de H. alatus, H. arecuta, H. bolivianus, H. denticulatus, H. francisci, H. isbrueckeri, H. jaguar, H. kuarup, H. luteomaculatus, H. meleagris, H. multidens, H. mutucae, H. myersi, H. paulinus, H. regani, H. strigaticeps, H. ternetzi, H. unae, H. uruguayensis e H. yaku por ter elevado número de dentes na pré-maxila (62-95) e dentário (64-110) (vs. menor número de dentes em pré-maxilar e dentário, raramente mais de 50). Hypostomus sp. n. 2 difere de H. alatus, H. arecuta, H. francisci, H. luteomaculatus, H. meleagris, H. multidens, H. myersi, H. regani, H. sertanejo e de H. strigaticeps por ter manchas escuras sobre o corpo e nadadeiras (vs. manchas pálidas). Hypostomus sp. n. 2 pode ser distinguida de H. bolivianus, H. denticulatus, H. isbrueckeri, H. jaguar, H. ternetzi, H. uruguayensis e H. johnii, por ter a região ventral da cabeça, abdômen e tórax, principalmente nus, mesmo em espécimes que excedem 122 mm (vs. região ventral da cabeça e abdome total ou parcialmente coberta por placas e odontódeos em espécimes maiores de 70 mm) (Fig. 4). Além disso, a nova especie difere de H. bolivianus por ter dentes bicúspides (vs. dentes unicúspides); de H. denticulatus por ter dentes com cúspides assimétricas (vs. dentes com cúspides simétricas); de H. isbrueckeri pela presença de cor de fundo da nadadeira caudal homogênea (vs. uma faixa amarela na margem distal da nadadeira caudal em machos maduros); de H. jaguar por possuir pequenas manchas

120 escuras na cabeça, sendo as manchas menores do que a pupila (vs. corpo coberto com manchas grandes e visíveis, na cabeça com tamanhos de aproximadamente meio a um diâmetro de olho); de H. johnii por apresentar o raio inferior da nadadeira caudal ligeiramente mais longo que o lobo superior (vs. raio inferior da nadadeira caudal muito mais longo que o lobo superior); de H. ternetzi por ter perfil interorbital e predorsal plano (vs. região interorbitária e predorsal com forte quilha mediana); de H. unae por ter o pedúnculo caudal comprimido, cuja profundidade é maior que sua largura na origem da nadadeira adiposa (vs. pedúnculo caudal arredondado, sua profundidade é igual à sua largura na origem da nadadeira adiposa); de H. vaillanti por ter a região ventral da cabeça e do abdome geralmente sem manchas; manchas escuras presentes em poucos espécimes (vs. região ventral da cabeça e do abdome com manchas vermiculares). A nova espécie pode ser distinguida de H. kuarup por ter grandes manchas escuras nas laterais do corpo, manchas semelhantes em tamanho ao diâmetro do olho (vs. pequenas manchas escuras, semelhantes em tamanho ao diâmetro da pupila); de H. mutucae por ter dentários mais estreitos, o comprimento de cada dentário com cerca de metade da largura interorbital (vs. tamanho similar em comprimento à largura interorbital; ver figuras em pg. 103 e 106 de Knaack, 1999 e fig. 7 em pg. 251 de Zawadzki et al., 2012), por ter menor ângulo entre os dentários, de 115 ° a 135 ° (vs. de 160 ° a 170 °), e por ter disco oral redondo (vs. claramente transversalmente alongado); de H. yaku por falta de odontódeos hipertrofiados nos flancos (vs. odontódeos hipertrofiados nos flancos, e mais desenvolvidos em machos maduros).

Descrição. Dados merísticos e morfométricos são mostrados na Tabela II. Maior exemplar examinado mede 120.9 mm CP. Corpo moderadamente deprimido. Maior largura corporal na região cleitral, afinando progressivamente até o final do pedúnculo caudal. Perfil dorsal subindo levemente convexo da ponta do focinho até a origem da nadadeira dorsal; alguns indivíduos possuem área reta entre a porção posterior supraoccipital e a origem da nadadeira dorsal; afunilando ligeiramente côncavo à base da nadadeira caudal. Cabeça e focinho largo e moderadamente deprimido. Região dorsal da cabeça totalmente coberta por ossos dérmicos com odontodeos. Quilha pouco conspícua formada pelo mesetmoide desde a ponta do focinho até a região superior entre as narinas. Órbita estreita, posicionada dorsolateralmente. Supraoccipital com crista mediana. Região predorsal com três placas não emparelhadas e quilha levemente divergente.

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Região ventral da cabeça, ponte escapular e abdômen quase nua, exceto algumas poucas placas dispersas na abertura branquial anterior, ponte escapular e algumas em torno da nadadeira peitoral em espécimes com cerca de 100 mm CP. Abdômen nu; com apenas poucas plaquetas na região pré-anal em alguns indivíduos maiores. Disco oral redondo, com numerosas papilas pequenas; papilas maiores próximo à boca. Boca sem papila bucal medial hipertrofiada, com aspecto liso e afilado. Barbilhão maxilar ligeiramente menor que a pupila ocular. Dentários moderadamente alongados, formando um ângulo de aproximadamente 115 ° a 135 ° entre si. Pré-maxila com 62 a 95 e dentária com 64 a 110 dentes; todos os dentes delgados e bífidos, com cúspides internas menores que as externas. Corpo coberto por cinco séries laterais de placas; série dorsal com quilha desde a origem até nadadeira adiposa; série dorsal média sem quilha; série mediana com linha lateral completa e sem quilha. Linha lateral com 25 a 26 placas; séries medianas-ventrais dobram-se fortemente até quarta ou quinta placa; série ventral levemente dobrada para formar o pedúnculo caudal reto. Ponta do focinho coberto por odontódeos, exceto por uma área central semelhante em tamanho ao diâmetro dos olhos. Nadadeira adiposa reta e orientada aproximadamente 30° para trás a partir da superfície dorsal do pedúnculo caudal. Região dorsal e lateral do tronco coberta por três pares de placas pré-dorsais e por cinco séries longitudinais de placas dérmicas. Origem da série dorsal abaixo da coluna da nadadeira dorsal, quilhada até a inserção da nadadeira adiposa. Série ventral média sem quilhas. Série mediana com origem na região posterior da ponte escapular, desprovida de quilhas e apoiando linha lateral contínua. Série ventral dobrada ventralmente. Origem da nadadeira dorsal ligeiramente anterior à inserção vertical da nadadeira pélvica; nadadeira dorsal quando deprimida quase atinge a origem da nadadeira adiposa; sua extremidade distal levemente convexa. Primeiro raio não ramificado da nadadeira peitoral longo e deprimido, atingindo 1/3 da metade do comprimento dos raios não ramificados da nadadeira pélvica e coberta por odontódeos hipertrofiados na região distal (mais desenvolvidos em espécimes maiores); sua margem distal reta. Primeiro raio da nadadeira pélvica não ramificado longo, deprimido e ligeiramente curvado para dentro, alcançando a inserção da nadadeira anal. Nadadeira anal estendendo-se até a sexta placa após sua origem; extremidade distal levemente fina. Raio inferior não ramificado da caudal igual a ligeiramente mais longo que o raio não ramificado superior.

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Figura 4: (A) Hypostomus sp. n. 2, UFPB9565, Holótipo, 120.9 mm CP, com abdômen sem placas, e (B) Hypostomus johnii, UFPB 9533, 121.93 mm CP, com abdômen plaqueado.

Coloração em álcool. Cor predominantemente castanho claro. Manchas escuras arredondadas geralmente menores na região anterior do corpo, e maiores para trás. Sobre a cabeça, estão presentes pontos escuros, redondos, com tamanho máximo semelhante ao da pupila, a maioria menor; manchas são menos visíveis na região da cabeça anterior aos olhos. Em direção à porção posterior as manchas corporais atingem um tamanho semelhante ao da pupila, principalmente na região do pedúnculo caudal; as manchas formam linhas um tanto diagonais da superfície dorsal à ventral, incluindo o pedúnculo caudal. No tronco, coloração de algumas amostras sem manchas visíveis. Nadadeiras com manchas escuras e redondas nos primeiros raios não ramificados, raios moles e nas membranas inter-radiais. Nadadeira caudal com manchas alongadas e localizadas predominantemente em espinhos e raios moles. Nadadeira dorsal, peitoral e pélvica com manchas alinhadas em séries um tanto irregulares paralelas aos raios. Pontos de manchas que variam de 2 a 3 séries (nadadeira peitoral) e 1-2 (outras nadadeiras). Região

123 abdominal entre a cintura peitoral e pélvica e ao redor do ânus com cor esbranquiçada, sem manchas; superfície ventral do pedúnculo caudal marrom claro sem manchas.

Coloração em vida. Espécimes vivos com coloração semelhante à de indivíduos preservados em alcool, exceto por mais coloração cinza amarronzado no corpo e nas nadadeiras e maior visibilidade das manchas escuras (Fig. 5).

Figura 5: Coloração em vida de Hypostomus sp. n. 2, UFPB 9566, Parátipo, 88 mm CP. Rio Parnaíba, município de Santa Filomena, Piauí.

Distribuição. Hypostomus sp. n. 2 é endêmica da bacia do Parnaíba, até então a espécie ocorre apenas nas porções média e alta da bacia, restrita a áreas sob domínio do bioma Cerrado (Fig.6).

Notas ecológicas e habitat: A localidade-tipo, rio Balsas, possui águas claras, substrato rochoso e arenoso e quantidades variáveis de remanescentes de vegetação ripária. Hypostomus sp. n. 2 foi registrada em co-ocorrência com outros loricariideos como H. vaillanti no Riacho do Muquém, em Barão de Grajaú – MA, com Loricaria parnahybae Steindachner e Loricariichthys derbyi Fowler no rio Balsas. Outras espécies co- ocorrentes foram Astyanax aff. bimaculatus (Linnaeus), Auchenipterus menezesi Ferraris e Vari, Bryconops cf. melanurus (Bloch), Caenotropus labyrinthicus (Kner),

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Characidium cf zebra Eigenmann, Compsura heterura Eigenmann, Corydoras julii Steindachner, C. treitlii Steindachner, C. vittatus Nijssen, Crenicichla brasiliensis (Bloch, 1792), Hoplias malabaricus (Bloch), Knodus victoriae (Steindachner), Leporinus piau Fowler, Moenkhausia sp., Pimelodella parnahybae Fowler, Pimelodus sp. Eigenmann & Eigenmann, Rhamdia quelen (Quoy & Gaimard), Schizodon rostratus (Borodin), Serrapinnus heterodon (Eigenmann), Steindachnerina notonota (Miranda Ribeiro), Tetragonopterus argenteus Cuvier e Triportheus signatus (Garman). Todas as localidades onde foi coletada a espécie Hypostomus sp n. 2 possui características do bioma de Cerrado (Fig. 18).

Nomes comuns: Cari, Acari, bodó.

Figura 6: Distribuição geográfica de Hypostomus sp. n. 2 na bacia do Rio Parnaíba, Nordeste, Brasil.

DISCUSSÃO

Hypostomus sp. n. 2 coocorre na bacia do rio Parnaíba com quatro congêneres confirmadas no presente estudo: H. johnii, H. pusarum, H. vaillanti e Hypostomus sp. n. 1, e difere de todas essas pelo abdômen predominantemente nu (vs. abdômen totalmente coberto por pequenas placas dérmicas na maioria dos indivíduos das demais espécies,

125 alguns têm pequenas áreas nuas entre as placas laterais e as placas centrais diminutas e nas inserções das nadadeiras peitorais e pélvicas). A nova espécie pode ser facilmente distinguida de H. johnii pela presença de pontos escuros, mais visíveis na cabeça (vs. pontos escuros conspícuos na cabeça e no tronco em H. johnii) e por apresentar menor ângulo do dentário, variando entre 115° a 135° (vs. 160° to 170° em H. johnii) (Fig. 7). Ramos et al. 2017 ao redescrever H. johnii incluiu em sua análise todos os indivíduos com mais de 60 dentes e com um amplo ângulo do dentário para a bacia do rio Parnaíba, porém, em indivíduos menores de 70 mm é comum que as placas do ventre (principal caráter diagnóstico entre H. johnii e Hypostomus sp. n. 2) ainda não estejam desenvolvidas, e que essas duas espécies sejam facilmente confundidas entre si. Nossas análises morfológicas em H. johnii foram realizadas apenas em indivíduos acima de 70 mm, e estimam que a distribuição de H. johnii difere daquela descrita por Ramos et al. (2017), estando mais restrita ao baixo e médio Parnaíba, ocorrendo apenas em áreas de Caatinga (Fig. 7).

Figura 7: A: Hypostomus johnii, UFPB 9533, 121,9 mm, rio São Nicolau, Santa Cruz dos Milagres, PI. B: Mapa de distribuição de H. johnii na ecorregião Parnaíba (PNB), estrela representa o ponto da localidade tipo de acordo com Ramos et al., 2017. C: Local onde H. johnii foi coletado, rio Jenipapo, Alto alegre, PI.

A cabeça e região cleitral mais larga de H. johnii com relação a Hypostomus sp. n. 2 foi suportada pela análise de significância com os dados morfométricos, onde a largura do cleitro e comprimento da maxila, foram duas das medidas que mais contribuíram para a segregação das espécies, além da altura do pedúnculo caudal, que se

126 apresenta inferior em exemplares de Hypostomus sp. n. 2, mostrando-se uma espécie mais achatada dorsoventramente em relação a H. johnii. O monofiletismo da população de Hypostomus sp. n. 2 com base na topologia molecular aqui proposta, apresentou uma distância genética de 1.2% entre H. sp. n. 2 e H. johnii. Este valor é considerado a média para espécies irmãs de Hypostomus, segundo o estudo realizado por Queiroz et al. (2020). Ainda que exista um valor de distância genética utilizado para delimitar espécies com o DNA barcode (~2%), esses valores devem ser interpretados levando em consideração vários aspectos que envolvem o processo de especiação entre as linhagens, tais como tempo de divergência, monofilia reciproca e tamanho populacional (Carvalho et al. 2011; Pereira et al. 2011, 2013; Berbel- Filho et al. 2018). De fato, todos esses processos inferem no limiar de variação intra e interespecificamente (Pereira et al., 2013). Autores relatam que para gêneros como Hypostomus o valor de distância genética entre congêneres tende a ser inferior a 2% (Pereira et al., 2013), como pode ser observado em estudos recentes como Anjos et al. (2020) e Queiroz et al. (2020). Outros grupos de Loricariidae no Nordeste do Brasil, também apresentam baixos valores de distâncias genéticas interespecíficos, é o caso de Parotocinclus seridoensis Ramos, Barros-Neto, Britski & Lima 2013 e Parotocinclus spilurus (Fowler 1941) (Berbel-Filho et al. 2018). A análise sugeriu que H. johnii e Hypostomus sp. n. 2 divergiram há aproximadamente 2 milhões de anos, com início no período do Pleistoceno. Esse valor de tempo de divergência é plausível, visto que embora venha sendo discutido uma diversificação entre o mioceno tardio e pleistoceno 12 a 4 em espécies de Hypostomus (Montoya-Burgos 2003; Pereira et al. 2013), nossos dados sugerem que o Pleistoceno pode ainda ter atuado como propulsor de diversificação para espécies que habitam as bacias hidrográficas nordestinas. A maioria das espécies de Hypostomus dos rios do nordeste brasileiro, apresentam padrão de coloração com manchas escuras sobre o corpo com coloração mais clara, padrão semelhante ao da espécie aqui descrita. As exceções a essa regra são H. alatus Castelnau, 1855 e H. francisci (Lütken, 1874) (ecorregião São Francisco) e H. sertanejo (CNDC), que apresentam o padrão de coloração com manchas amareladas sobre uma coloração marrom. De acordo com nossas análises filogenéticas, H. vaillanti (Fig. 8) é grupo irmão de H. pusarum e Hypostomus sp. n. 1. Essas espécies apresentam poucos dentes, dentários mais curtos e cabeça afilada, quando comparadas as espécies do clado que inclui H. johnii

127 e Hypostomus sp. n. 2. Com base no marcador molecular utilizado, o clado composto por H. johnii e Hypostomus sp. n 2 é grupo irmão de H. sertanejo, espécie endêmica do rio Jaguaribe (ecorregiao CNDC).

Figura 8: A: Hypostomus vaillanti, UFRN 5648, 240,2 mm. Rio Parnaíba, Barão do Grajaú, MA, Brasil. B: Mapa de distribuição de H. vaillanti na ecorregião Parnaíba (PNB), estrela é referente a localidade tipo: Rio Preto, afluente do rio São Francisco. C: Local onde H. vaillanti foi coletado, Rio Parnaíba, Barão do Grajaú, MA. As espécies irmãs H. johnii e Hypostomus sp. n. 2 (corpo com manchas escura sobre um corpo claro) diferem de H. sertanejo da Caatinga Nordeste e Drenagens Costeiras (manchas claras sobre corpo escuro) no padrão de colorido, no entanto, as três espécies apresentam duas características morfológicas em comum: elevado números de dentes e os mais largos ângulos do dentário em Hypostomus, quando comparadas às espécies que ocorrem na ecorregião do PNB e CNDC. Esse último caráter, do focinho achatado pode estar atrelado à ambientes lóticos, como já foi identificado em ciclídeos da CNDC (Berbel-Filho et al. 2015), e aparentemente é uma sinapomorfia para o clado que une essas três espécies. Hypostomus sp. n. 2 é distribuída no curso principal do rio Parnaíba, ocorrendo apenas nas porções alta e média. Segundo Ramos (2012), a porção alta do curso do rio Parnaíba, região onde Hypostomus sp. n. 2 ocorre, apresenta maiores índices de velocidade da água e oxigênio dissolvido, e é a área que encontra-se com maior influência no domínio do Cerrado, próximo as nascentes, que são áreas de proteção ambiental. Além

128 da aparente restrição de ocorrência ao ambiente de Cerrado, diferente de H. johnii que só ocorre na Caatinga, a principal característica desta espécie é o abdômen nu desde seus estágios iniciais de desenvolvimento até a fase adulta, essa característica em Hypostomus também foi atribuída como uma adaptação à ambientes com maior velocidade da água (Zawadzki et al. 2012). Espécies de Hypostomus têm uma rápida adaptação a diversos tipos de habitats, o que lhe confere a característica de ser um dos grupos de loricariideos com maior capacidade adaptativa a diferentes ambientes. Tal plasticidade, pode gerar um cenário de partição de nicho ecológico por parte de populações que estão se diferenciando em ambientes distintos, como é o caso aqui que constituem o ambiente do Cerrado e da Caatinga (Silva et al. 2016). Mesmo quando existem pequenas diferenças entre a exploração de recursos e do habitat entre espécies simpátricas semelhantes, a coexistência de ambas pode ser garantida, pois, se as condições do ambiente forem favoráveis a determinado fenótipo, a população tende a se divergir fenotipicamente e geneticamente por meio de uma adaptação local no ambiente (Levine & Hilerislambers 2009; Zamudio et al. 2016). Ramos et al. (2014) registraram H. johnii e mais quatro espécies não identificadas naquele trabalho, citadas como Hypostomus sp. 1, sp. 2, sp. 3 e sp. 4, consideradas como prováveis espécies novas. Hypostomus sp. 2, é aqui descrita, Hypostomus sp. 3 se trata de apenas um exemplar que apresenta um número maior de raios na nadadeira dorsal (I+8) (Fig. 9). Como foi registrado apenas um exemplar, pode se tratar de uma má formação anatômica, ou de fato uma espécie válida, porém nossos esforços em campo não conseguiram amostras para análise molecular deste morfótipo, que foi encontrado apenas no rio Guaribas, Vila Torrões, Picos – PI (Fig. 9). Nesse caso, novas coletas são necessárias nesta localidade, afim de verificar a validade da espécie. O rio Guaribas é um afluente do rio Canindé-Piauí, sub-bacia da porção média do rio Parnaíba e é caracterizado por ser intermitente, e toda a sub-bacia se encontra sob domínio do Bioma Caatinga.

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Figura 9: A: Hypostomus sp. 3 de Ramos et al., 2014, UFPB11117, 113.7 mm CP, Rio Guaribas, Vila Torrões, Picos, PI. B: Mapa com a distribuição do ponto de coleta de Hypostomus sp. 3 na ecorregião Parnaíba (PNB). C: Ponto de coleta da espécie, Rio Guaribas, Vila Torrões, Picos, PI.

Hypostomus sp. 1 e sp. 4 de Ramos et al. (2014) tratam-se da mesma unidade taxonômica (Hypostomus sp.n.1), sendo a partir de então, considerada a espécie do gênero mais amplamente distribuída em toda ecorregião PNB, como fora mencionado no primeiro capítulo, onde a mesma foi descrita. Hypostomus pusarum, tem distribuição ampla na CNDC, ocorrendo também no SAFR e PNB. Na ecorregião Parnaíba a espécie foi coletada apenas em três pontos do rio Poti, em trechos de Caatinga do rio Parnaíba. Porém, também não foi possível a coleta de amostras dessa espécie para análises moleculares, sendo utilizados caracteres morfológicos na sua identificação (Fig. 10). A ecorregião PNB, até pouco tempo era tratada como de baixa riqueza e endemismo, porém a partir do presente trabalho se confirmou uma riqueza relevante de espécies do gênero Hypostomus, com um total de seis espécies ocorrendo no rio Parnaíba, aumentando em uma espécie o número proposto por Ramos et al. (2014). Além disso propomos uma chave taxonômica que poderá nortear mais estudos sistemáticos evolutivos nesse grupo e incentivos em programas de conservação dessas espécies.

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Figura 10: A: Hypostomus pusarum, UFPB 11566, 172,88 mm, Rio Poti, Crateús, CE. B: Mapa de distribuição da espécie na ecorregião Parnaíba (PNB). C: Ponto onde H. pusarum foi coletado, Rio Poti, Crateús, CE.

Material comparativo. Hypostomus alatus: UFRN 5509, 1, 88.7 mm CP Riacho do Poção, Juazeiro, BA, Brasil; UFPB 3020, 1, 122.2 mm CP; UFPB 7459, 1, 121.1 mm CP, Bahia, Santana, rio Corrente. Hypostomus brevicauda: BMNH 1864.1.19.16-17, 2, 189.0- 196.1 mm CP, síntipos; MCP 36709, 3, 52.7-125.4 mm CP, Bahia, Camacã, stream Traíra; UFBA 0066, 1, 133.92 mm CP, Bahia, Xique-Xique, rio Suacica, bacia do rio São Francisco; UFPB 4541, 15, 140.5-189.2 mm CP, Bahia, Una, rio Una, Brasília 8 km SE de São José; UFPB 4563, 1, 166.9 mm CP, Bahia, Una, rio Aliança. Hypostomus franscici: UFPB 3021, 4, 99.7-115.6 mm CP, Bahia, Santana, rio Corrente. Hypostomus garmani: UFPB 3018, 1, 89.0 mm CP, Bahia, Santana, rio Corrente. Hypostomus jaguar: NUP 4448, 2, 126.8-152.9 mm CP, Bahia, Itaberabá, rio Paraguaçu; UFBA 6501, 8, 119.21-175.70 mm CP, Itaberabá, rio Paraguaçu, 10 km de Vila Vicente. Hypostomus cf. margaritifer: UFPB 3019, 1, 97.1 mm CP; UFPB 3041, 1, 97.1 mm CP, Bahia, rio Corrente, bacia do rio São Francisco. Hypostomus unae: MCP 41334, 3, 55.2-120.8 mm CP, Bahia, rio Panelinha, tributário do rio Pardo; MCP 41473, 10, 80.2-126.5 mm CP, Bahia, rio Preto do Costa, tributário do rio de Contas; NUP 9811, 5, 78.9-53.7 mm CP, Bahia, rio das Pedras, rio de Contas basin; NUP 9814, 81.5-102.7 mm CP, Bahia, rio Oricó, bacia do rio de Contas. Hypostomus eptingi: ANSP 69447, 122.1 mm CP, holótipo,

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Ceará, Fortaleza; ANSP 69448, 2, 110.0-112.7 mm CP, parátipos, same data as holótipo; NUP 14886, 10, 37.2-80.9 mm CP, Ceará, Fortaleza, rio Cocó; UFPB7698, 4, 80.1-87.2 mm CP, Ceará, Caucaia, rio Ceará; UFPB 9220,1, 101.51 mm CP, Ceará, Guaiuba, rio Baú. Hypostomus gomesi: ANSP 69409, 1, 141.4 mm CP, holótipo, Ceará rio Jaguaribe basin. Hypostomus jaguribensis: UFPB 0053, 4, 40.6-68.1 mm CP; UFPB 0333, 22, 26.5- 46.7 mm CP; UFPB 0341, 20, 40.6-68.1 mm CP; UFPB 0793, 1, 51.3 mm CP, Ceará, Barbalha, rio Salamandra; UFPB 7699, 1, 101.2 mm CP, Ceará, Jaguaribe, rio Jaguaribe; UFPB 7700, 6, 81.1-100.8 mm CP, Ceará, Icó, rio Salgado; UFPB 9222, 1, 113.4 mm CP, Ceará, Itatira, bacia do rio Jaguaribe; UFPB 9225, 15, 49.7-86.2 mm CP, Ceará, Lavras de Mangabeira, rio Machado; UFPB 9226, 1, 140.5 mm CP, Ceará, Piquet Carneiro, rio Machado; UFRN 0359, 17, 83, 20.2-85.7 mm CP, Ceará, Araripe, reservatório Paraíso; UFRN 0608, 8, 104.9-184.1 mm CP, Ceará, São Nicolau; UFRN 1168, 8, 72.7-83.7 mm CP, Lavras de Mangabeira, riacho Cruzado; UFRN 1790, 2, 76.9- 102.8 mm CP, Orós, rio Jaguaribe; UFRN 1813, 1, 75.1 mm CP, Icó, rio Salgado. Hypostomus nudiventris: ANSP 69402, 56.8 mm CP, holótipo; NUP 14687, 2, 78.5-100.3 mm CP, Ceará, Fortaleza, rio Choró; UFPB 7697, 3, 78.3-118.4 mm CP, Ceará, Chorozinho, rio Choró; UFPB 9223, 9, 61.8-74.5 mm CP, Itapiúna, rio Choró. Hypostomus mutucae: MCP 28669, 67.7 mm CP, holótipo, Mato Grosso, rio Mutuca, tributário do rio Paraguai; NUP 6641, 13, 52.4-109.2 mm CP; NUP 6642, 4, 62.1-98.1 mm CP, Mato Grosso, rio Claro, tributário do rio Paraguai. Hypostomus alatus: NUP 9119, 1, 110.1 mm CP, Minas Gerais, rio Curimataí; NUP 9829, 5, 139.0-77.4 mm CP, Minas Gerais, rio das Velhas; NUP 9837, 4, 124.4-217.6 mm CP, Minas Gerais, rio Cipó. Hypostomus francisci: MCP 14038, 1, 180.0 mm CP, Minas Gerais, reservatório Três Marias; NUP 9940, 6, 111.0-187.1 mm CP; NUP 9945, 2, 148.6-150.7 mm CP, Minas Gerais, rio das Velhas. Hypostomus garmanni: BMNH 1904.1.28.3, holótipo, 209.9 mm CP, NUP 9819, 9, 87.7-204.2 mm CP; NUP 10028, 1, 78.8 mm CP; NUP 10031, 6, 136.6- 170.2 mm CP, Minas Gerais, rio das Velhas. Hypostomus johnii: UFRN 1341, 10, 10.49- 64.61mm CP, Rio Sambito, abaixo da Barragem Mesa de Pedra, Aroazes, PI, Brasil. UFRN 1233, 32, 13.90-93.51 mm CP, Rio Sambito, abaixo da Barragem Mesa de Pedra, Aroazes, PI, Brasil. UFRN 2866, 3, 15.14-59.51 mm CP, Rio Gurguéria, sob ponte na BR 135, São Gonçalo do Gurguéia, PI, Brasil. UFRN 2708,2, 35-84-59.78 mm CP, Rio Tají, Corrente, PI, Brasil. UFRN 3024, 5, 38.65-100.61 mm CP, Rio Uruçuí-vermelho,

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Povoado do Prata, Barreiras do Piauí, PI. UFRN 2891, 8, 62.44-83.12 mm CP, Cabeceiras do Rio Gurguéia, São Gonçalo do Gurguéia, PI, Brasil. UFRN 1800, 6, 83.48-116.86 mm CP, Rio Guaribas, no Povoado de Torrões, Picos, PI, Brasil. UFPB 3537, 9, 34.94-86.15 mm CP, Rio Jacaraí, sob ponte na PI-111, Piracuruca, PI, Brasil. UFPB 9535, 18, 57,37- 94,50 mm CP, Rio Longá, Nossa Senhora de Nazaré, PI, Brasil. UFPB 11078, 6, 43.71- 67,51 mm CP, Rio Gurguéia, Jurumenha, PI, Brasil. UFPB 9267, 5, 92,48-129,12 mm CP, Rio Poti, Crateus, CE, Brasil. UFPB 9536, 12, 22.80-86.11 mm CP, Rio Longá, Parque ecológico Cachoeira do Urubu, Batalha, PI, Brasil. UFPB 9533, 1, 121,93 mm CP, Rio São Nicolau, Santa Cruz dos Milagres, PI, Brasil. Hypostomus lima: BMNH 1876.1.10, 2, 72.9-86.1 mm CP, síntipos, Minas Gerais, Lagoa Santa; NUP5717, 4, 56.1- 126.0 mm CP, Minas Gerais, ribeirão dos Patos; NUP 5721, 2, 47.5-72.8 mm CP, Minas Gerais, ribeirão das Minhocas; NUP 9827, 18, 81.5-181.5 mm CP, Minas Gerais, São Miguel. Hypostomus macrops: NUP 9831, 2, 97.7-106.8 mm CP; NUP 9832, 1, 172.6 mm CP, Minas Gerais, rio das Velhas; NUP 9238, 1, 157.9 mm CP, Minas Gerais, rio Curimataí. Hypostomus papariae: ANSP 69398, 1, 94.3 mm CP, holótipo; ANSP 69399, 1, 99.1 mm CP, parátipo coletado com o holótipo; Rio Grande do Norte, lago Papary; ANSP 69400, 2, 102.7-126.6 mm CP, parátipos, Ceará, Fortaleza, rio Choró; NUP 14684, 10, 54.6-104.4 mm CP, Rio Grande do Norte, Nísia Floresta, rio Ariri; UFPB 7693, 32, 43.5-72.0, Rio Grande do Norte, Nísia Floresta, rio Trairí. Hypostomus pusarum: CAS 122221, 4, 94.4-141.7 mm CP, parátipos; CAS 122225, 1, 142.6 mm CP, holótipo; NUP 4795, 11, 140.0-207.0 mm CP, rio Acauã, rio bacia do rio Piranhas-Açu; NUP 14683, 2, 103.1-135 mm CP, Piranhas, bacia do rio Piranhas-Açu; NUP 14685, 10, 64.7-180.3 mm CP, Rio Grande do Norte, rio Ceará Mirim; UFPB 7701, 25, 85.7-174.1 mm CP, Rio Grande do Norte, Jardim Angico; UFRN 1818, 6, 88.4-141.3 mm CP, Rio Grande do Norte, Apodi, rio Apodi; UFPB 11566, 10, 122.6-172.8 mm CP, Rio Poti, Crateús, Ceará. Hypostomus paulinus: NUP 5344, 1, 69.0 mm CP, São Paulo, rio Passa Cinco, tributário do rio Piracicaba; NUP 5379, 2, 84.1-91.7 mm CP, São Paulo, rio Passa Cinco, tributário do rio Piracicaba; NUP 5722, 1, 90.5 mm CP, São Paulo, rio Passa Cinco, tributário do rio Piracicaba; NUP 6411, 17, 46.5-103.28 mm CP; NUP 6413, 13, 45.9-98.9 mm CP, São Paulo, rio Piracicaba, tributário do rio Tietê; Hypostomus multidens: NUP 5340, 1, 157.0 mm CP, São Paulo, Piraju, rio Paranapanema, reservatório Chavantes. Hypostomus regani: BMNH 1905.6.7.3, 174.2 mm CP, holótipo, São Paulo, rio Piracicaba.

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Hypostomus strigaticeps: BMNH 1907.7.6.1012, síntipos, 3, 75.7-160.0 mm CP, São Paulo, rio Piracicaba, bacia do rio Tietê; NUP 4017, 2, 72.8-100.0 mm CP, São Paulo, Ipuã, rio Ipanema, bacia do rio Tietê; NUP 4538, 11, 82.0-140 mm CP, São Paulo, rio Corumbataí, tributário do rio Tietê. Hypostomus vaillanti: UFRN 5648, 3, 167.5-240.2 mm CP; UFPB 11800, 4, 99.2-132.4 mm CP, Barragem próximo a ponte, Castelo do Piauí; UFPB 11801, 2, 102.5-112.7 mm CP, Rio Poti, Castelo do Piauí. Hypostomus yaku: NUP 15348, 6, 29.8-58.1 mm CP, Goiás, rio Quente, bacia do rio Paranaíba. Hypostomus sp.3: UFPB11117, 113.7 mm CP, Rio Guaribas, Vila Torrões, Picos, PI.

REFERÊNCIAS

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Material suplementar

Tabelas Tabela Suplementar I.: Informações sobre o material de Hypostomus que foi sequenciado nesse estudo (Espécies, localidades, número de tombo de lotes testemunho), e códigos do GenBank.

Número de Espécies Códigos da filogenia Localidades, bacias Amostras tombo Hypostomus pusarum 293Hpusarum Rio Ceará-mirim, Ceará-mirim, RN, Brasil TIUFRN0293 UFRN 1127 Hypostomus pusarum 294Hpusarum Rio Ceará-mirim, Ceará-mirim, RN, Brasil TIUFRN0294 UFRN 1127 Hypostomus pusarum 295Hpusarum Rio Ceará-mirim, Ceará-mirim, RN, Brasil TIUFRN0295 UFRN 1127 Hypostomus pusarum 296Hpusarum Rio Ceará-mirim, Ceará-mirim, RN, Brasil TIUFRN0296 UFRN 1127 Hypostomus sertanejo 1841Hsertanejo Vazante do Açude Orós, bacia do Rio Jaguaribe, Orós, CE, Brasil TIUFRN1841 UFRN 1802 Hypostomus sertanejo 1842Hsertanejo Vazante do Açude Orós, bacia do Rio Jaguaribe, Orós, CE, Brasil TIUFRN1842 UFRN 1802 Hypostomus johnii 4805Hjohnii Rio do Pejuaba, afluente do Rio Parnaíba, Alto Alegre, PI, Brasil TIUFRN4805 UFRN5494 Hypostomus johnii 4806Hjohnii Rio do Pejuaba, afluente do Rio Parnaíba, Alto Alegre, PI, Brasil TIUFRN4806 UFRN5494 Hypostomus vaillanti 4846Hvaillanti Rio Parnaíba, Prainha da Manga, Barão do Grajaú, MA, Brasil TIUFRN4846 UFRN5648 Hypostomus vaillanti 4847Hvaillanti Rio Parnaíba, Prainha da Manga, Barão do Grajaú, MA, Brasil TIUFRN4847 UFRN5648 Hypostomus vaillanti 4848Hvaillanti Rio Parnaíba, Prainha da Manga, Barão do Grajaú, MA, Brasil TIUFRN4848 UFRN5648 Hypostomus vaillanti 4849Hvaillanti Rio Parnaíba, Prainha da Manga, Barão do Grajaú, MA, Brasil TIUFRN4849 UFRN5648 Hypostomus velhochico 9008Hvelhochico Rio das rãs, sub bacia do Rio Corrente, São Francisco, Vesperina, BA, Brasil UESB 9008 - Hypostomus velhochico 9024Hvelhochico Rio Japoré, sub bacia do Rio Corrente, São Francisco, Manga, MG, Brasil UESB 9024 - Hypostomus sp. n. 2 9009Hvelhochico Rio das rãs, sub bacia do Rio Corrente, São Francisco, Vesperina, BA, Brasil UESB 9009 - Hypostomus sp. n. 2 4856Hypostomussp2 Riacho do Muquem, Barão do Grajaú, MA, Brasil TIUFRN4856 - Hypostomus sp. n. 2 4835Hypostomussp2 Riacho do Muquem, Povoado Manga, Barão do Grajaú, MA, Brasil TIUFRN4835 - Hypostomus sp. n. 2 4837Hypostomussp2 Riacho do Muquem, Povoado Manga, Barão do Grajaú, MA, Brasil TIUFRN4837 - Hypostomus sp. n. 2 4836Hypostomussp2 Riacho do Muquem, Povoado Manga, Barão do Grajaú, MA, Brasil TIUFRN4836 - Hypostomus sp. n. 2 4838Hypostomussp2 Riacho do Muquem, bacia do Rio Parnaíba, Barão do Grajaú, MA, Brasil TIUFRN4838 - Hypostomus sp. n. 2 4855Hypostomussp2 Riacho do Muquem, bacia do Rio Parnaíba, Barão do Grajaú, MA, Brasil TIUFRN4855 - Hypostomus sp1 2884Hypostomussp1 Cachoeira do Pintado, afluente do rio Água Quente, Barreiras do Piauí, PI, Brasil TIUFRN2884 UFRN3043

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Hypostomus sp1 2885Hypostomussp1 Cachoeira do Pintado, afluente do rio Água Quente, Barreiras do Piauí, PI, Brasil TIUFRN2885 UFRN3043 Hypostomus sp4 4851Hypostomussp4 Riacho do Muquem, Barão do Grajaú, MA, Brasil TIUFRN4851 UFRN5511 Hypostomus sp4 4853Hypostomussp4 Riacho do Muquem, Barão do Grajaú, MA, Brasil TIUFRN4853 UFRN5511 Hypostomus sp4 4854Hypostomussp4 Riacho do Muquem, Barão do Grajaú, MA, Brasil TIUFRN4854 UFRN5511 Parotocinclus spilurus Parotocinclusspilurus Rio Salgado, Icó, CE, Brasil TIUFRN2400 UFRN1252

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ANEXO 1

CHAVE DE IDENTIFICAÇÃO: Chave de identificação para as espécies do gênero Hypostomus (Ecorregiões Caatinga Nordeste e Drenagens Costeiras e Parnaíba)

1. Nadadeira dorsal com I + 7 raios...... 2 1’. Nadadeira dorsal com I + 8 raios...... Hypostomus sp. 3

2. Corpo escuro com manchas claras...... Hypostomus sertanejo 2’. Corpo claro com manchas escuras...... 3

3. Manchas escuras vermiculares...... Hypostomus vaillanti 3’. Manchas escuras arredondadas...... 4

4. Pré-maxila e dentário com mais de 100 dentes ...... 5 4’. Pré-maxila e dentário com menos de 100 dentes...... 6

5. Ventre coberto por pequenas placas e odontódeos...... Hypostomus johnii 5’. Ventre desprovido de placas e odontódeos...... Hypostomus sp. n. 2

6. Papila média bucal pequena ou quase ausente, e presença da placa pré- anal...... Hypostomus sp. n. 1 6’. Papila média bucal grande e com aspecto rugoso, e ausência da placa pré- anal...... Hypostomus pusarum.

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______3° CAPÍTULO

Diversificação dos cascudos do gênero Hypostomus Lacepede 1803 (Loricariidae, Siluriformes) nas drenagens do semiárido brasileiro

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RESUMO

A Caatinga é o único bioma exclusivamente brasileiro, caracterizado por apresentar drenagens na maior parte constituídas por rios intermitentes ou temporários. Estudos sobre a história evolutiva de táxons aquáticos nas ecorregiões do Nordeste do Brasil ainda são incipientes, principalmente com espécies da Caatinga. No que diz respeito aos aspectos biogeográficos os ecossistemas dulcícolas tem sido moldados principalmente pelos processos de captura de cabeceiras e paleodrenagens, resultando em dispersão e/ou vicariância nas linhagens. No Nordeste do Brasil, os cascudos do gênero Hypostomus variam desde espécies com distribuição restrita à uma única bacia, até espécies amplamente distribuídas, ocorrendo em mais de uma ecorregião hidrográfica. Essas características fazem deste gênero um bom modelo para entender padrões e processos que geram diversificação desse grupo na região nordestina, uma lacuna de conhecimento. O objetivo deste trabalho foi elucidar relações filogenéticas entre as espécies de Hypostomus nas ecorregiões Caatinga Nordeste e Drenagens Costeiras (CNDC), Parnaíba (PNB) e São Francisco (SAFR), que juntas compõe o Nordeste Atlântico (NEAT), com os demais sistemas hídricos adjacentes. Visando verificar, se os padrões de colorido refletem relações de parentesco, bem como levantar hipóteses acerca da influência dos eventos de captura de cabeceiras e paleodrenagens na diversificação desses táxons. Para tanto, foi utilizada uma abordagem filogenética e reconstrução biogeográfica com dois marcadores mitocondriais (COI e ATPAse 6 e 8). Nossos resultados inferem relações filogenéticas entre um grupo de espécies do CNDC e PNB com as espécies da região do Amazonas e das Guianas, este clado é composto apenas por espécies com manchas escuras sobre coloração mais clara. Além disso, evidenciamos relações pretéritas do PNB e CNDC com SAFR, e deste último com os tributários do sistema La Plata. Nesse relacionamento, foram detectados distintos padrões de colorido, que sinalizam surgimentos independentes. Biogeograficamente nossos dados inferem que houve pelo menos dois eventos de diversificação das espécies de Hypostomus no PNB e CNDC, e no mínimo três no SAFR. Esses eventos aconteceram em sua maioria entre o período de 6 a 1 Ma, e o principal processo envolvido na diversificação da maioria dos táxons do NEAT foram as capturas de cabeceiras. Diante o exposto, temos indicativos que a história evolutiva da ictiofauna da Caatinga teve influência dos sistemas hídricos adjacentes a sua área, e que a diversificação das linhagens dos cascudos no NEAT ocorreu principalmente

142 entre o Mioceno tardio e o Plioceno, que coincide com o período de menores temperaturas do globo, condição que possivelmente propiciou a expansão das áreas semiáridas.

Palavras-chave: Biogeografia, Caatinga, captura de cabeceiras, rio São Francisco, hypostominae.

Abstract

The Caatinga is the only exclusively Brazilian biome, characterized by rivers that mostly consist of intermittent or temporary. Studies on the evolutionary history of aquatic taxa in the ecoregions of Northeast Brazil are still incipient, mainly with species from the Caatinga. With regard to biogeographic aspects, freshwater ecosystems have been shaped mainly by the headwater capture and paleodrainages processes, resulting in dispersion and/or vicariance in the strains. In the Northeast of Brazil, the fishes of genus Hypostomus vary from species with restricted distribution to a single basin, to widely distributed species, occurring in more than one hydrographic ecoregion. These characteristics make this genre a good model for understanding patterns and processes that generate diversification for this group in the Northeast region, a knowledge gap. The objective of this work was to elucidate phylogenetic relationships between Hypostomus species in the Caatinga Nordeste and Coastal Drainages (CNDC), Parnaíba (PNB) and São Francisco (SAFR) ecoregions, which together make up the Northeast Atlantic (NEAT), with the other water systems adjacent. In order to verify, if the color patterns reflect kinship relations, as well as to raise hypotheses about the influence of headland and paleodrainage capture events in the diversification of these taxa. For that, a phylogenetic approach and biogeographic reconstruction with two mitochondrial markers (COI and ATPAse 6 and 8) were used. Our results infer phylogenetic relationships between a group of CNDC and PNB species with species from the Amazon and Guyana regions, this clade is composed only of species with dark spots on a lighter color. In addition, we highlight past relationships between the PNB and CNDC with SAFR, and the latter with the tributaries of the La Plata system. In this relationship, different patterns of color were detected, which signal independent appearances. Biogeographically our data infer that there were at least two events of diversification of Hypostomus species in the PNB and CNDC, and at least three in the SAFR. These events took place mostly between the period of 6 to 1 Ma, and the main process involved in the diversification of most NEAT taxa was the

143 headwater capture. In view of the above, we have indications that the evolutionary history of the ichthyofauna in the Caatinga was influenced by water systems adjacent to its area, and that the diversification of the armored catfish strains in the NEAT occurred mainly between the late Miocene and the Pliocene, which coincides with the period of lowest temperatures in the globe, a condition that possibly led to the expansion of semiarid areas.

Keywords: Biogeography, Caatinga, headwaters capture, São Francisco river, hypostominae.

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INTRODUÇÃO

O conhecimento acerca dos padrões de distribuição geográfica dos peixes de água doce neotropicais, bem como dos processos geológicos responsáveis pela riqueza atual, são questões desafiadoras no âmbito da biologia evolutiva (Ribeiro et al. 2011). Nesse contexto, conhecer as relações filogenéticas dos táxons que habitam determinadas áreas, lança luz aos esclarecimentos de padrões e processos que moldam a sua biodiversidade (Posadas et al. 2006; Wendt et al. 2019). Para compreender a complexidade que acarretou a distribuição das espécies, alguns autores defendem que é necessário trabalhar com a escala temporal (Donoghue & Moore 2003; Nihei 2008), e um dos maiores desafios que impulsionam as questões biogeográficas atualmente, é justamente agregar o espaço e o tempo para chegar a um denominador comum (Dagosta & de Pinna 2019). Os processos vicariantes que contam a história da diversificação dos peixes de água doce ainda são pouco explorados, principalmente quando comparados aos avanços de estudos relacionados a organismos terrestres e marinhos (Nascimento et al. 2013; Werneck et al. 2015; Pérez-Escobar et al. 2017). Os processos de dispersão, muitas vezes são seguidos de vicariância, e a alternância destes, explica a diversificação espaço- temporal das linhagens. A dispersão se dá quando uma linhagem consegue transpor ativamente uma barreira, geológica ou ecológica, e se desloca para outra região, enquanto a geodispersão refere-se a perda ou relaxamento temporário de uma barreira física que esteja separando drenagens adjacentes. Ambas geralmente acarretam a mistura de fauna, expansão da área, seguido de estabelecimento populacional (Albert & Reis 2011; Ho et al. 2015; Tagliacollo et al. 2015). Por sua vez a vicariância, trata do surgimento de uma barreira física natural que separa uma linhagem em duas, ou seja, a fragmentação de uma área biótica (Crisci et al. 2009). Os peixes de água doce, são animais especialmente informativos para investigar o passado geológico da terra, uma vez que, dependem da conexão entre rios e bacias para sua dispersão, sendo ideais para reconstruir cenários hidrográficos passados (Poveda- Martínez et al. 2016). Algumas hipóteses têm sido lançadas para explicar essas conexões pretéritas entre drenagens, como a captura de cabeceiras, que consistem na mudança do curso de um rio por ajustes tectônicos, possibilitando a conexão ou separação entre bacias adjacentes (Wilkinson et al. 2006; Lima et al. 2017a), ou a formação de paleodrenagens, que são processos acarretados por influência das flutuações no nível do mar, através da coalescência de bacias, gerando dispersão com o nível mais baixo do mar, ou a segregação

145 destas, acarretando vicariância com a elevação do nível do mar, que ocorreram mais intensamente durante o período do Pleistoceno (Thomaz et al. 2015, 2017; Thomaz & Knowles 2018; Wendt et al. 2019). No Nordeste do Brasil, alguns eventos geológicos são reportados como responsáveis pela hidrografia atual (Ribeiro 2006; Costa et al. 2018), cujas as drenagens variam desde rios amazônicos no oeste do Maranhão, passando por grandes rios perenes como o São Francisco e o Parnaíba, até pequenas drenagens costeiras, estas últimas banhadas por rios intermitentes no semiárido. A Caatinga, bioma que predomina no Nordeste do país, constitui a maior área de florestas tropicais secas de toda a América do Sul, cujo terreno é em sua maioria rochoso, compreendendo platôs cristalinos que chegam a alcançar mais de 1.000m de altitude, como a Serra da Borborema, Serra de Ibiapaba, Chapada do Araripe e a Chapada Diamantina (Werneck et al. 2015). Essas áreas são conhecidas por apresentarem reativações de falhas geológicas e instabilidade neotectônica (Bezerra et al. 2001), fatos estes, que podem ter propiciado a ocorrência de eventos de capturas de cabeceiras na região. Mabesoone (1992) afirma que o soerguimento de algumas dessas serras foram eventos que interromperam o curso do rio São Francisco, que tornou-se posteriormente endorreico, e apenas durante a glaciação de Mindel (cerca de 400.000 anos atrás) teria mudado para a sua atual configuração, desaguando em sua foz na costa leste. Coutinho- Abreu et al. (2008) relataram que a bacia do rio Parnaíba recebia águas do rio São Francisco, antes da suposta mudança no curso desse último. Atualmente a diversidade de peixes de água doce do rio Parnaíba, no âmbito de similaridade ictiofaunística, se assemelha mais à amazônica do que com as outras ecorregiões do Nordeste (Rosa et al. 2003; Albert & Carvalho 2011; Ramos et al. 2014). Enquanto o rio São Francisco é conhecido por uma ictiofauna com influência de diversas bacias, isto é, nele ocorre espécies que também ocorrem nas bacias adjacentes, tais como o Alto Paraná ao sul, bacias costeiras ao leste e o Tocantins-Araguaia a oeste (Lima & Caires 2011). Entre esses dois grandes rios perenes, existe uma vasta área de drenagem caracterizada por rios intermitentes, entretanto, pouco se sabe a respeito dos eventos que moldaram a ictiofauna desses pequenos rios e de que forma aconteceram os processos de adaptação das espécies nesse cenário de desertificação. Nos últimos anos, foi possível observar avanços a respeito dos padrões e processos envolvidos na diversificação dos táxons, principalmente graças a quantidade de ferramentas que vem sendo utilizadas, em sua maioria envolvendo abordagens

146 moleculares (Riddle et al. 2008; Turchetto-Zolet et al. 2013; Werneck et al. 2015). Porém, mesmo em trabalhos filogenéticos abrangentes, ainda é possível notar poucas, ou nenhuma representatividade dos peixes que ocorrem no semiárido do Nordeste, incluindo drenagens das ecorregiões Parnaíba (PNB), Caatinga do Nordeste e Drenagens Costeiras (CNDC), São Francisco (SAFR) e Mata Atlântica Nordeste (MANE). A escassez de dados dessas regiões dificultam a investigação dos processos biogeográficos que levaram a atual distribuição da ictiofauna nessas drenagens, que se encontram principalmente sob o domínio da Caatinga. Albert & Reis (2011) agruparam três dessas ecorregiões: CNDC, PNB e SAFR sob a denominação de Nordeste Atlântico (NEAT), em um panorama mais amplo focando as grandes bacias hidrográficas e províncias ictiofaunísticas, assim como, foi o caso do Amazonas, Guianas, La Plata, Orinoco, Atlântico Sudeste e Transandinas (Albert & Reis, 2011). Na região Atlântico Nordeste os cascudos do gênero Hypostomus, são espécies amplamente distribuídas, onde são encontrados em uma diversidade de habitats, com alguns representantes apresentando alta variação morfológica intra e interespecífica (Silva et al., 2016). Nessa região, análises filogenéticas com morfótipos do PNB indicaram que um grupo de espécies de Hypostomus não identificados, eram próximas as espécies da Amazônia, enquanto H. johnii (Steindachner, 1877) endêmico do rio Parnaíba, seria mais relacionada com espécies do sistema La Plata (Montoya-Burgos, 2003), o que pode inferir que nessa ecorregião aconteceu no mínimo dois processos de diversificação distintos. Mais recentemente, Queiroz et al. (2020) indicou relações de parentesco de Hypostomus pusarum (Starks, 1913) endêmico da CNDC, com espécies das Guianas, este último trabalho também recuperou um relacionamento filogenético próximo de H. francisci (Lütken, 1874) do rio São Francisco com as espécies das drenagens do Tocantins- Araguaia e bacias do Leste (Queiroz et al., 2020). A maioria das espécies de Hypostomus que ocorrem nas bacias Amazônicas apresentam o mesmo padrão de colorido (manchas escuras sobre um corpo com coloração mais clara), com exceção de H. faveolus (Zawadzki, Birindelli & Lima, 2008), H. delimai (Zawadzki, Oliveira & Debona, 2013) e H. krishnamurtii (Zawadzki, Penido & Lucinda, 2020) (manchas claras sobre corpo com coloração mais escura) (Zawadzki et al. 2008; Zawadzki et al. 2020). O padrão de colorido de manchas claras sobre corpo mais escuro é encontrado majoritariamente em espécies que habitam as bacias do sistema La Plata (Paraguai, Uruguai e Paraná), assim como em bacias dos rios São Francisco e Paraguaçu

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(Zawadzki et al., 2008). Nas drenagens da CNDC e SAFR, ocorrem espécies de Hypostomus com os dois padrões de coloração, enquanto no PNB, as espécies apresentam o padrão de manchas escuras sobre um corpo com coloração mais clara, o que pode evidenciar um indicativo da sua próxima relação com as espécies amazônicas. Os padrões de distribuição geográfica das espécies de Hypostomus nas ecorregiões do Nordeste Atlântico também são intrigantes. Enquanto H. pusarum ocorre em três ecorregiões (ver cap. 1), outras espécies ocorrem ao longo de uma única bacia (e.g. H. sertanejo Zawadzki, Ramos & Sabaj Pérez, 2017, no rio Jaguaribe), ou estão restritas à uma porção de uma drenagem (e.g. H. johnii no baixo e médio curso do rio Parnaíba) (ver cap. 2). O fato de existir espécies com distribuições abrangentes e outras endêmicas de uma única bacia sugere um papel diferenciado das barreiras, que consequentemente podem refletir eventos temporais distintos (Thomaz & Knowles 2020). A biogeografia do NEAT foi até então pouco explorada, e a riqueza de espécies de Hypostomus nos possibilita uma oportunidade peculiar para entender a diversificação desse grupo no ambiente da Caatinga. Com isso, nosso objetivo foi inferir as relações filogenéticas das espécies de Hypostomus em um contexto temporal, de ocorrência principalmente no Nordeste Atlântico com as espécies de drenagens adjacentes, verificando o papel do padrão de colorido nas espécies e suas relações de parentesco. Investigamos através de reconstruções biogeográficas, quais processos geológicos (captura de cabeceiras ou paleodrenagens) influenciaram a distribuição desse grupo nas ecorregiões Parnaíba, Caatinga do Nordeste e Drenagens Costeiras e São Francisco, a partir de uma abordagem molecular com marcadores mitocondriais, visando entender os promotores temporais que geraram a diversidade dessas espécies na região.

MATERIAIS E MÉTODOS

Das ecorregiões foco do estudo (PNB, CNDC e SFR) que compõem o NEAT (sensu Albert & Reis, 2011), foram utilizadas amostras de tecidos para análises moleculares das espécies do gênero Hypostomus que ocorrem na CNDC e PNB: Hypostomus pusarum, H. sertanejo (CNDC), H. johnii, H. vaillanti (Steindachner, 1877), Hypostomus sp. 1 (Nova espécie descrita no primeiro capítulo da presente tese) e Hypostomus sp. 2 (Nova espécie descrita no segundo capítulo da presente tese) (PNB). Barbosa et al. (2017) elencaram a ocorrência de dez espécies de Hypostomus descritas da ecorregião do SAFR, desta ecorregião obtivemos tecidos de cinco espécies: H. alatus

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Castelnau, 1855, H. velhochico Zawadzki, Oyakawa & Britski, 2017, Hypostomus francisci (Lütken 1874) e mais duas espécies não identificadas, que serão no presente capítulo, chamadas Hypostomus sp. 3 e Hypostomus sp. 4. Foram sequenciadas amostras das espécies mencionadas acima para os marcadores Citocromo oxidase 1 (CO1) e ATPase subunidade 6 e 8 (ATPase 6 e 8). As coletas foram realizadas nas ecorregiões CNDC, PNB e SAFR (SISBIO - Nº 56416-4 e SISBIO - Nº 30532-2), as identificações seguiram seus respectivos artigos de descrição e auxílio de especialistas do gênero. Para o caso específico de H. pusarum, foram consideradas as sinonímias propostas no primeiro capítulo desta tese. Os lotes testemunhos tombados encontram-se depositados nas instituições Universidade Federal do Rio Grande do Norte (UFRN) e Universidade Federal da Paraíba (UFPB), e os tecidos utilizados para as análises moleculares encontram-se depositados na UFRN. Foram realizadas análises dos marcadores mitocondriais Citocromo oxidase subunidade 1 (CO1) e ATP sintase subunidade 6 e 8 (ATPase). Adicionalmente, foi sequenciada uma amostra de Pterygoplichthys parnaibae (Weber, 1991) como grupo externo para o marcador CO1, e sequências pertencentes a 13 espécies e 12 morfótipos identificados como novas (sp.) ou affinis (aff.), foram baixadas do GenBank (http: //www.ncbi.nlm.nih.gov/genbank/) para esse mesmo marcador (Tab.Sup. I e III). A identificação desse material foi realizada pelos autores dos respectivos trabalhos: Queiroz et al., 2020 e Pereira et al., 2013a. As sequências das espécies de Hypostomus das demais ecorregiões, e também do grupo externo Panaque (Eigenmann & Eigenmann, 1889) do marcador ATPase 6 e 8, pertencem ao banco de dados da tese do Dr. Pedro Hollanda Carvalho (Hollanda Carvalho, 2011), e foram disponibilizadas pelo mesmo. Dessa forma, para metodologia de identificação das espécies e processos de extração e amplificação das amostras seguimos o protocolo de Hollanda-Carvalho (2011), e as informações por espécimes constam na Tabela Sup. II. A amostragem das sequências dos dois marcadores foi realizada com o intuito de abranger uma maior riqueza de espécies do gênero (Fig. Sup. 1).

Extração e Amplificação

O DNA foi extraído dos tecidos seguindo o protocolo de extração salina (modificado de Bruford et al. 1992). A reação em cadeia da polimerase (PCR) foi realizada para o

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CO1 utilizando os iniciadores (primers) FishF1: 5’ TCAACCAACCACAAAGACATTGGCAC 3’ e FishR1: 5’ TAGACTTCTGGGTGGCCAAAGAATCA 3’ (Ward et al. 2005). O programa de amplificação consistiu em uma desnaturação de 4 min a 94°C, seguido por 35 ciclos de 1 min a 94°C, 1 min a 47°C e 1 min a 72°C, terminando numa fase de extensão de 5 min a 72°C. O produto da PCR foi visualizado em gel de agarose a 1% corado com GelRed (Biotium). A PCR para o marcador ATPase, foi realizada com os iniciadores utilizados anteriormente para alguns Siluriformes neotropicais (Perdices et al., 2002; Borba et al., 2013; Hollanda-Carvalho et al., 2016): 8.2 L8331 (5’ AAAGCRTYRGCCTTTTAAGC 3’) e CO3.2 H9236 (5’ GTTAGTGGTCAKGGGCTTGGRTC 3’). As condições para a amplificação do marcador foram: desnaturação inicial de 4 min a 94°C, seguido de 38 ciclos de 40 seg a 94°C, 50 seg a 54°C e 70 seg a 72°C, com uma extensão final de 5 min a 72°C. Os resultados das amplificações foram visualizados em gel de agarose 1% corados com GelRed (Biotium). As etapas de purificação e sequenciamento de ambos marcadores foram realizadas pela empresa coreana Macrogen (http://www.macrogen.com), os sequenciamentos foram realizados nos dois sentidos folder e reverse.

Edição de sequências e análises filogenéticas

As sequências tiveram seus eletroferogramas editados, separadamente para cada marcador, no programa SeqMan (DNASTAR, Lasergene Software Package) e foram alinhadas no programa MEGA 6.0 (Tamura et al. 2013) utilizando o algoritmo Clustal W (Thompson et al.1994). Foram realizados testes de saturação para ambos os alinhamentos, a partir do uso do número de transições e transversões, contra os valores de distância genética, essa análise foi realizada no programa Dambe (versão 5.6.7). Uma árvore filogenética foi realizada a partir da reconstrução filogenética por inferência Bayesiana (BI) no programa BEAST 1.8 (Drummond et al. 2012) utilizando o modelo de substituição nucleotídica HKY+G+I, determinado no programa MEGA 6.0, usando Akaike Information Criterion (AIC) para o marcador CO1, e o modelo de substituição T93+G+I para ATPase 6 e 8.

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O tempo de divergência das linhagens também foi estimado utilizando o programa BEAST 1.8. Para o relógio molecular, foi utilizada uma taxa de mutação relaxada de 0.29% por milhões de anos, usada para o gênero Hypostomus (Silva et al. 2016), para o marcador CO1, e uma taxa evolutiva constante de 1.3% Ma para ATPase 6 e 8, utilizada para espécies de Siluriformes por Perdices et al. (2002), Borba et al. (2013) e Hollanda Carvalho et al. (2016). Foram realizadas 106 corridas de MCMC (Markov Chain Monte Carlo), as árvores foram amostradas a cada 1.000, totalizando 10.000 árvores, para cada análise de cada marcador. Foi utilizado 15% burn-in, acessando valores de probabilidade a posteriori dos nós utilizando o software Tree-Annotator v.1.8.1. (Drummond et al. 2012), e a visualização da convergência das cadeias de Markov foi realizada no Tracer 1.6 (Drummond et al., 2012).

Reconstrução biogeográfica

Para as análises de reconstrução da área ancestral, com exceção das três ecorregiões que compõem o Nordeste Atlântico, as demais foram consideradas conjuntamente seguindo Albert & Reis (2011). As ecorregiões do Nordeste Atlântico foram segregadas para que essas pudessem ser testadas entre elas, sendo cada uma considerada uma região biogeográfica distinta. A análise de reconstrução foi realizada com base na topologia proposta pela análise de inferência bayesiana, para tanto não foi utilizado grupo externo. De acordo com a distribuição das espécies coletadas e sequências extraídas do GenBank, resultou em sete regiões biogeográficas: Amazonas (AMAZ), Guianas (GUIA), Caatinga do Nordeste e Drenagens Costeiras (CNDC), Parnaíba (PNB), São Francisco (SAFR), Sudeste Atlântico (SEAT) e La Plata (LAPL) (Fig. 3).

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Figura 1: Ecorregiões e províncias propostas como áreas ancestrais na diversificação das linhagens de Hypostomus do Nordeste Atlântico, composto pelas ecorregiões: Caatinga do Nordeste e Drenagens Costeiras (CNDC), Parnaíba (PNB) e São Francisco (SAFR). As demais foram consideradas conjuntamente seguindo Albert & Reis (2011): Amazonas (AMAZ), Guianas (GUIA), Sudeste Atlântico (SEAT) e La Plata (LAPL).

A área de distribuição dos ancestrais foi estimada a partir de uma abordagem probabilística de máxima verossimilhança com base em uma árvore de genes utilizando o pacote “BioGeoBEARS” (Biogeography with Bayesian and Likelihood Evolutionary Analysis in R scripts, Matzke 2013) implementado no R. O BioGeoBEARS estima a área ancestral tendo como base uma árvore calibrada, e a partir dele, três modelos são comparados entre si: DEC (Dispersão, extinção e cladogênese), DIVALIKE (Uma versão do DIVA, dispersão e vicariância) e o BAYAREALIKE (Inferência bayesiana para áreas geográficas). Nas análises, todos os três modelos foram acrescidos da opção (+ J), que considera o papel do efeito fundador, totalizando seis modelos testados. O BioGeoBEARS compara os modelos e combina múltiplos parâmetros, utilizando o critério de informação Akaike

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(AIC) e peso do AIC6 (AICw – Matzke 2013). A interface gráfica da reconstrução de área ancestral com base no modelo escolhido a partir dos resultados, foram realizadas no software RASP 4.1 (Yu et al. 2011).

RESULTADOS

Os testes de saturação dos alinhamentos foram realizados para os dois marcadores. Ambos não apresentam altos valores de saturação, visto que os valores de Iss (Índice de saturação de substituição) são menores que os valores de Iss.c (Valor crítico de Iss.), e esse resultado foi significativo com todos os valores de p < 0,05.

Filogenia

Foi gerado um alinhamento final com 652 pares de base do gene CO1 de 55 sequências de representantes do gênero Hypostomus, e uma sequência de P. parnaibae como grupo externo (Tab. Sup. I). Para o segundo marcador (ATPase 6 e 8) foram utilizadas 65 sequências de Hypostomus e uma sequência do gênero Panaque como grupo externo (Tab. Sup. II), o alinhamento final contou com 842 pares de base, a sub-unidade 6 conta com 684 nucleotídeos (entre os sítios 159 e 842), enquanto a sub-unidade 8 tem 168 nucleotídeos (entre os sítios 1 e 168). A filogenia de CO1 apresenta três clados altamente suportados que deram origem às espécies do Nordeste Atlântico. Para o segundo marcador as espécies também formaram três clados. Os grupos formados foram considerados com base nos maiores valores de probabilidade posterior da filogenia, considerando confiáveis aqueles acima 80%. No clado 1 (0.86 de probabilidade posterior) para o marcador CO1, estão Hypostomus pusarum (CNDC), Hypostomus sp.1 e H. vaillanti (PNB) como representantes do NEAT. Hypostomus pusarum é grupo irmão das espécies do PNB, do Amazonas e das Guianas (Hypostomus sp. 7, Hypostomus sp. 8, Hypostomus sp. 9, H. plecostomus (Linnaeus, 1758) e H. aff. plecostomus). Hypostomus sp. 1 (PNB) é irmã de Hypostomus sp. 8 também da região Amazonas, enquanto H. vaillanti (PNB) é irmão de H. watwata Hancock, 1828 das Guianas (Fig. 2). O clado 1 (probabilidade posterior = 1) para ATPase, inclui as mesmas espécies, porém elas formam um grupo irmão de um grande clado com espécies das drenagens do sistema La Plata, Sudeste Atlântico e uma espécie do Amazonas (Fig. 2). Entretanto, esse

153 relacionamento das espécies do NEAT com as demais regiões, é suportado por um valor de 0.35 de PP (Fig. 3). O clado 2 do marcador CO1, é o único composto apenas com espécies do Nordeste Atlântico (H. johnii, Hypostomus sp. 2, H. velhochico e H. sertanejo) com probabilidade posterior = 0.94, e forma grupo irmão das demais espécies do SEAT, LAPL, AMAZ e SAFR (Fig. 2), o padrão de relacionamento é o mesmo para a filogenia de ATPase, porém com baixos valores de PP (Fig. 3). O clado 3 (probabilidade posterior = 0.94) do primeiro marcador é formado por quatro espécies do São Francisco (Hypostomus sp. 3, Hypostomus sp. 4, H. alatus e H. francisci), onde as três primeiras são irmãs das demais espécies dos sistemas La Plata e Amazonas, enquanto H. francisci é grupo irmão das espécies do Sudeste Atlântico. O último clado da filogenia de ATPase é composto por uma espécie do SAFR (Hypostomus sp.11) irmã de três espécies do Sudeste Atlântico (H. leucophaeus Zanata & Pitanga 2016, H. cf. garmani (Regan 1904) e H. cf. wuchereri (Günther 1864)), aparece como grupo irmão de um clado formado por espécies de todas as regiões biogeográficas (0,68 de pp.), esse relacionamento também é semelhante ao clado 3 do marcador CO1 (Figs. 2 e 3). A filogenia proposta com o marcador ATPase apresentou topologia semelhante a que foi proposta com o marcador CO1, no que diz respeito ao relacionamento de algumas espécies das ecorregiões PNB, CNDC e SAFR com as demais drenagens. Porém, grande parte dos valores de suporte dos nós da árvore de inferência bayesiana, principalmente dentro dos clados foram baixos (inferiores a 0.80 de probabilidade posterior). Esse resultado sugere que o marcador mitocondrial ATPase talvez não tenha sido muito resolutivo para questões filogenéticas desse conjunto de dados do gênero Hypostomus, visto que mesmo o alinhamento não estando saturado, os valores de suporte continuaram baixos. Por estes motivos, as análises de reconstrução de área ancestral apresentadas a seguir, foram realizadas apenas com o marcador mitocondrial Citocromo Oxidase 1 (CO1), assim como a discussão das relações filogenéticas.

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Figura 2: Árvore filogenética com inferência bayesiana para o marcador CO1 das espécies de Hypostomus e uma sequência do grupo externo Pterygoplichthys parnaibae. Os números acima dos ramos são valores de probabilidade posteriores. Regiões biogeográficas: Cinza: Guianas (GUIA), Verde: Amazonas (AMAZ), Vermelho: Parnaíba (PNB), Amarelo: Caatinga do Nordeste e Drenagens Costeiras (CNDC), Laranja: São Francisco (SAFR), Roxo: Sudeste atlântico (SEAT), Azul: La Plata (LAPL).

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Figura 3: Árvore filogenética com inferência bayesiana para o marcador ATPase 6 e 8 das espécies de Hypostomus com ênfase nas bacias do NEAT e uma sequência de Panaque sp. como grupo externo. Os números acima dos ramos são valores de probabilidade posteriores. H: Holoceno. Regiões biogeográficas: Verde: Amazonas (AMAZ), Vermelho: Parnaíba (PNB), Amarelo: Caatinga do Nordeste e Drenagens Costeiras (CNDC), Laranja: São Francisco (SAFR), Roxo: Sudeste atlântico (SEAT), Azul: La Plata (LAPL).

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Reconstrução de áreas ancestrais

Dentre os modelos biogeográficos testados pelo BioGeoBEARS, o modelo que apresentou o melhor ajuste foi o DEC (Dispersão, extinção e cladogênese), com valor de AICw = 0.57 (Tab.I). O DEC pode conciliar diferentes probabilidades de dispersões entre as áreas biogeográficas, integrando tempos de divergência e informações geológicas (Yu et al. 2015). Tabela I: Comparação dos resultados do BioGeoBears, de cada modelo testado (DEC, DIVALIKE e BAYAREA) adicionados do efeito fundador +j, para a estimativa de área ancestral das espécies de Hypostomus. Dispersão (d), extinção (e), efeito fundador (j) e valores de probabilidade de log (LnL), informações de Critérios de Akaike (AIC). O modelo mais adequado é aquele com o maior valor de AICc_wt. LnL numparams D E J AICc AICc_wt - DEC 59.32 3 1.0e-12 1.0e-12 0.093 125.4 0.57 - DEC+j 59.86 3 1.0e-12 1.0e-12 0.096 126.5 0.33 - DIVALIKE 83.14 2 0.025 0.016 0 170.6 8.5e-11 - DIVALIKE+j 87.44 2 0.025 0.046 0 179.3 1.2e-12 - BAYAREALIKE 101.1 2 0.042 0.18 0 206.6 1.4e-18 - BAYAREALIKE+j 61.12 3 1.0e-07 1.0e-07 0.093 129 0.095

A estimativa de área biogeográfica mais provável indicou que o ancestral comum das espécies de Hypostomus do NEAT ocupava a Amazônia e Guianas (com probabilidade de 38.48%). Nossas análises inferem que a linhagem que deu origem ao clado 1 da reconstrução, ocupava há aproximadamente 6 Milhões de anos (Ma) as áreas ancestrais das Guianas e Amazonas (94.40% de probabilidade), e se diversificou em duas linhagens. Uma dessas linhagens originou um grupo de espécies: H. vaillanti (PNB) e H. coppenamensis Boeseman 1969, H. corantijini Boeseman 1968 e H. watwata (Guianas), esses eventos de diversificação de linhagens ocorreram nos períodos do Pleistoceno e Plioceno. Nossos dados sugerem que a outra linhagem se diversificou em outro grupo de espécies atuais: H. paucimaculatus Boeseman 1968 e H. plecostomus (Guianas), Hypostomus sp. 7, Hypostomus sp. 8, Hypostomus sp. 9, H. aff. plecostomus (Amazonas), H. pusarum (CNDC), Hypostomus sp.1 (PNB), todos esses eventos datados nos mesmos períodos (Fig. 4a). A área de origem mais provável para os clados 2 e 3 é o Amazonas e o SAFR (22.41 % e 19.73%, respectivamente), há aproximadamente 8.2 Ma uma linhagem deu

157 origem aos dois clados. O ancestral do clado 2 provavelmente ocupava essas mesmas áreas (39.78% e 37.54%, respectivamente). Nossos resultados sugerem que esta linhagem se diversificou em um grupo de espécies das regiões Amazonas, São Francisco, La Plata e Sudeste atlântico em um período entre 6 e 1 Ma, aproximadamente. A linhagem provavelmente restrita apenas a área ancestral do Nordeste Atlântico do clado 3 da reconstrução, em torno de 7 Ma se diversificou nas espécies atuais H. velhochico, H. sertanejo, H. johnii e Hypostomus sp. 2 (Fig. 4a). As análises postularam dois eventos de vicariância e um de dispersão que deram origem as espécies do NEAT no clado 1, com picos no período do fim do Plioceno e início do Pleistoceno. Para o clado 2, na origem das espécies do SAFR foram envolvidos três eventos de dispersão e dois de vicariância, com entre 4 e 1 Ma, e no clado 3, segundo nossos resultados entre o fim do Mioceno e início do Plioceno ocorreram dois eventos de vicariância e dois de dispersão (Fig. Sup.2 e Fig. 4c). O padrão de colorido manchas escuras sobre corpo com coloração mais clara foi predominante em todas as espécies do clado 1. As espécies que compõem os clados 2 e 3 desenvolveram os dois padrões de colorido de maneira independente: manchas escuras sobre corpo com coloração mais clara e manchas claras sobre corpo com coloração escura (Fig.Sup. 2).

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Figura 4: A - Filogenia calibrada a partir da análise BEAST e reconstrução de áreas ancestrais a partir do RASP, baseados no marcador CO1. Os gráficos de pizza indicam as áreas de distribuição mais prováveis do ancestral comum mais recente, e à esquerda uma legenda de cores para possíveis intervalos ancestrais nos nós. B- Regiões biogeográficas são representadas por cores: Cinza: Guianas (GUIA), Verde: Amazonas (AMAZ), Vermelho: Parnaíba (PNB), Amarelo: Caatinga Nordeste e Drenagens Costeiras (CNDC), Laranja: São Francisco (SAFR), Roxo: Sudeste Atlântico (SEAT), Azul: La Plata (LAPL). C- Diagrama de dispersão sobre os possíveis eventos de dispersão e vicariância com relação ao tempo de divergência das linhagens.

DISCUSSÃO

Relações Filogenéticas

O presente estudo é o primeiro a expor relações filogenéticas das espécies de Hypostomus do Nordeste Atlântico (CNDC, PNB e SAFR) entre si, e com as demais ecorregiões neotropicais. A maioria dos estudos filogenéticos que incluíram amostras de Hypostomus dessas regiões tinham poucos representantes, não deixando claro as relações de parentesco entre essas, e regiões adjacentes. Segundo nossos resultados, a diversificação do gênero provavelmente deu-se através de dois eventos de diversificação de Hypostomus na CNDC e PNB e no mínimo três no SAFR. Parte de nossos resultados corroboram os de Montoya-Burgos (2003), a respeito das espécies do PNB serem provenientes de duas invasões. Hypostomus pusarum, Hypostomus sp. 1 e H. vaillanti, representantes do NEAT do clado 1, apresentam características morfológicas semelhantes: poucos dentes na pré-maxila e no dentário, ângulo do focinho afilado, tórax e abdômen completamente plaqueados, e manchas ou vermiculações (H. vaillanti) escuras sobre um corpo com coloração mais clara. Essas espécies formaram um clado monofilético junto as espécies válidas que apresentam padrão de coloração semelhante (ver Fig. Sup. 2), todas do sistema Amazonas e das Guianas. Segundo uma compilação de caracteres diagnósticos compartilhados por supergrupos de espécies de Hypostomus, o clado 1 do presente estudo, faz parte do super grupo H. plecostomus (Queiroz et al. 2020). As espécies de Hypostomus das bacias amazônicas apresentam padrão de colorido com poucas variações entre si, com exceção de H. faveolus, H. delimai e H. krishnamurtii, são caracterizadas em sua maioria, por apresentar corpo marrom claro com manchas

159 marrons escuras (Zawadzki et al., 2008). Todas as espécies do NEAT do clado 1 apresentam o mesmo padrão de colorido da maioria dos Hypostomus Amazônicos e das Guianas, o que pode indicar um caráter simplesiomórfico. Além disso, vale destacar que a relação de H. pusarum do NEAT com algumas espécies das Guianas já havia sido observada em outro estudo (Queiroz et al. 2020). As espécies do clado 2, H. johnii, Hypostomus sp. 2 (PNB) e H. velhochico do SAFR compartilham uma coloração de manchas escuras sobre o corpo mais claro, enquanto H. sertanejo (CNDC) do mesmo clado, possui manchas claras sob corpo com coloração mais escura. Zawadzki et al., 2008 sugere que algum gatilho genético pode influenciar os eventos de especiação em algumas espécies de Hypostomus pela inversão do padrão de cor, e que o padrão de cores desses cascudos podem não necessariamente estar relacionados a relações filogenéticas. As características de colorido de H. sertanejo são comuns em outras espécies do clado 3, como H. myersi (Gosline 1947), H. paulinus (Ihering 1905) (La Plata) e H. alatus e H. francisci, ambas do SAFR. Já as espécies representantes do NEAT do clado 3 são restritas ao rio São Francisco: H. alatus, H. francisci, Hypostomus sp. 3 e Hypostomus sp. 4, que agruparam- se com espécies do Alto Paraná La Plata (H. paulinus, H. topavae (Godoy 1969), H. myersi e H. hermanni (Ihering 1905)), Amazonas (Hypostomus sp.10 e H. goyazensis (Regan 1908)) e Sudeste Atlântico (Hypostomus sp.5 e Hypostomus sp.6). Algumas espécies desse clado compartilham coloração semelhante, é o caso de H. alatus, Hypostomus sp. 6, H. myersi, H. francisci e H. paulinus que apresentam corpo escuro com manchas claras (Fig. Sup. 2). Montoya-Burgos (2003) evidenciou maior proximidade filogenética de H. johnii com espécies do LAPL do que com as demais espécies das drenagens do Nordeste. Porém, nossos resultados divergem deste último, visto que H. johnii é irmã de uma espécie do Parnaíba, e filogeneticamente mais próxima de H. velhochico (SAFR) e H. sertanejo (CNDC), ambas de drenagens do Nordeste. Diferente do clado 1, as espécies dos clados 2 e 3 aparentemente desenvolveram o padrão de manchas claras e de manchas escuras de maneira independente. A espécie amazônica com o padrão de colorido de manchas claras sobre corpo escuro (H. faveolus), mostrou ser grupo irmã das espécies do sistema La Plata. Essas relações filogenéticas de acordo com o colorido das espécies dos clados 2 e 3, pode evidenciar uma forte influência das espécies do sistema La Plata na formação desses dois clados, visto que, a maioria das espécies de Hypostomus com manchas claras ocorrem nos rios Paraná, Paraguai e Uruguai (LAPL) (Zawadzki et al. 2008; Silva et al. 2016).

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A partir do relacionamento das espécies do rio São Francisco com todas aquelas que são adjacentes ao seu limite, podemos corroborar o que alguns autores anteriormente relataram sobre a fauna desse rio ser influenciada por diversas drenagens, ao analisar apenas a similaridade da ictiofauna (Vari 1988; Lima & Caires 2011; Lima et al. 2017b), também corrobora estudos recentes com dados moleculares (Hubert et al. 2007; Machado et al. 2018; Bignotto et al. 2019). Parte dos nossos dados são concordantes com trabalhos anteriores que relatam uma proximidade da ictiofauna do Parnaíba com as espécies da Amazônia, no que diz respeito ao fato de espécies H. vaillanti e Hypostomus sp. n.1 serem grupo irmão das espécies de Hypostomus das Guianas e do Amazonas (Rosa et al. 2003; Ramos et al. 2014). Por outro lado, também corrobora com a hipótese de relações pretéritas dessa ecorregião (PNB) com o rio São Francisco, visto que as espécies H. johnii e Hypostomus sp. 2 (PNB) são irmãs de H. velhochico (SAFR) e não das demais espécies que ocorrem no próprio rio Parnaíba. Essa relação filogenética foi recuperada pelos dois marcadores mitocondriais e corrobora a conexão pretérita dos rios Parnaíba e São Francisco, também recuperada em um recente trabalho com rivulídeos (Costa et al. 2018).

Inferências biogeográficas

Com base em nossa análise de reconstrução de áreas biogeográficas, os ancestrais dos clados 1 e 3, das espécies que atualmente habitam as ecorregiões CNDC e PNB, datam do período entre o Mioceno tardio e o Plioceno. Estima-se que nessa época, o globo passava por períodos de temperaturas relativamente mais baixas, condições que são associadas à expansão das áreas do semiárido, característica da Caatinga (Zachos et al. 2001; Werneck et al. 2015; Costa et al. 2018), onde espécies como H. pusarum, H. sertanejo, H. johnii e H. vaillanti são mais adaptadas. Essas condições estão associadas à diversificação de espécies endêmicas da diagonal seca, como plantas, lagartos e mais recentemente, peixes (Pennington et al. 2004; Werneck et al. 2015; Costa et al. 2018). O ancestral mais antigo que deu origem às espécies do NEAT do clado 1 (H. pusarum, H. vaillanti e Hypostomus sp. 1), ocupava há aproximadamente 6 Ma, o sistema Amazônico e das Guianas. A estreita relação de algumas espécies do CNDC e PNB com as Guianas sugere uma possível dispersão ao longo da costa usando paleodrenagens, considerando a plataforma continental mais larga na região norte (ver Thomaz & Knowles 2018). Essa rota de dispersão ao longo do litoral das Guianas até o Nordeste do Brasil já

161 foi proposta por outros autores (Renno 1989; Renno et al. 1990, 1991; Montoya-Burgos 2003). Após a dispersão, pode ter ocorrido a vicariância, que coincide com períodos de intensa flutuação do nível do mar entre 6-4 Ma (Montoya-Burgos 2003). Os eventos de geodispersão regeram a diversificação de peixes de água doce neotropicais nos últimos 12 Ma, e essa hipótese tem sido relatada não só para Hypostomus (Montoya-Burgos 2003), como também para grupos da ordem Characiformes (Hubert & Renno 2006; Machado et al. 2018). Hypostomus pusarum se diversificou há aproximadamente 2.3 Ma pela região da costa ao norte, após uma suposta adaptação da espécie ao clima semiárido que neste período estava estabelecido na região, conforme Zachos et al. (2001). Essa espécie também ocorre na ecorregião PNB, apenas em um tributário do rio Parnaíba (rio Poti) inserido na área de Caatinga distante da costa. Nesse contexto, podemos supor que sua via de dispersão até este tributário foi por meio de uma captura de cabeceira do rio Jaguaribe (CNDC) com o rio Poti, afluente do Parnaíba que pode ter ocorrido devido ao sistema de falhas geológicas na região. Alguns autores defendem que o evento vicariante que marca a conexão entre o Alto Paraná e o São Francisco são antigos (Montoya-Burgos 2003; Ribeiro 2006). Mas, segundo Buckup et al. (2011), essa é uma justificativa que pode estar subestimada, visto que, estudos mais recentes evidenciaram que os eventos de cladogênese dos táxons dessas bacias são advindas de vários processos recentes de geodispersão (Hubert et al. 2007; Machado et al. 2018). Há aproximadamente 4 Ma, uma das linhagens do clado 2 deu origem a um grupo de espécies atuais que ocorrem no SAFR e no rio Paraná (La Plata) (fig. 4). Atrelamos a diversificação dessas espécies (Hypostomus alatus, Hypostomus sp. 3 e Hypostomus sp. 4 do SAFR das demais espécies do LAPL) aos eventos de capturas de cabeceiras do sistema de falhas geológicas conhecido entre as cabeceiras dos rios São Francisco e Alto Paraná, chamado de Descontinuidade Crustal do Alto São Francisco (DCASF). Este sistema apresenta atividades antigas e recorrentes, e devido as reativações contínuas recentes (Plio/Pleistoceno) do DCARSF, os eventos de capturas de cabeceiras se tornaram importantes para a diversificação de algumas espécies de peixes de água doce (Buckup et al. 2011). Um padrão semelhante quanto a cronologia, foi observado para a diversificação de espécies de Salminus entre a bacia do São Francisco e Alto Paraná, atrelado ao mesmo evento geológico (Machado et al. 2018).

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Quanto à segunda linhagem do clado 2, a divergência entre H. francisci (SAFR) e o táxon mais próximo (Hypostomus sp. 5, da bacia do rio de Contas) é datada de aproximadamente 1 Ma. Segundo Thomaz & Knowles (2018), as paleodrenagens na altura do rio de contas se configuram as mais estreitas da costa, o que torna menos provável para nossos dados, um evento dessa natureza nesta região. Provavelmente no caso de H. francisci do presente trabalho, o evento mais plausível para essa diversificação no Pleistoceno, seja algum evento de captura de cabeceiras. Segundo Salgado et al. (2018), as atividades de captura de cabeceiras entre o rio São Francisco e as bacias costeiras do leste foram facilitadas pelos rearranjos tectônicos contínuos durante o Pleistoceno. A relação biogeográfica recente do rio São Francisco e as bacias do leste já foi evidenciada para algumas espécies de peixes por Ribeiro et al. (2006), e por Pereira et al. (2013b) e Jacobina et al. (2018) através de estudos com as traíras Hoplias malabaricus (Bloch, 1794), e mais recentemente por Costa et al. (2018), onde espécies irmãs Cynolebias porosus Steindachner 1876 (SAFR) e C. vazabarrisensis Costa 2001 (SEAT) se divergiram no Pleistoceno inicial (1.1 Ma). O evento de cladogênese que data de aproximadamente 7 Ma entre espécies do PNB e a linhagem do SAFR do terceiro clado, pode evidenciar as relações pretéritas do rio Parnaíba com o rio São Francisco. Estudos geológicos que informam a data do final da mudança do paleocurso do São Francisco são escassos, alguns autores defenderam que existia uma conexão entre estas bacias até o período Plioceno (Grabert, 1968; Beurlen, 1970), o que seria mais plausível de comparação com os nossos dados. Porém, autores como Mabesoone (1994) afirmam que a atual configuração do rio só foi atingida no Pleistoceno, durante a glaciação de Mindel há 450.000 anos, o que vem sendo corroborado por alguns estudos recentes (Werneck et al. 2012; Werneck et al. 2015; Costa et al. 2018). Essa última linhagem se divergiu há 6 Ma dando origem à H. sertanejo e H. velhochico. Essa datação foi interpretada como evidência de um evento vicariante, resultante do soerguimento do maciço da Borborema, cujo final da elevação estima-se ter acontecido no período final do Mioceno (Morais-Neto et al. 2009), e separou as bacias da ecorregião CNDC do SAFR. Padrões semelhantes com concordância cronológica atribuídos a esse evento, foram observados entre linhagens de lagartos saxícolas endêmicos das regiões da CNDC e da região do SAFR no Mioceno (Wernek et al. 2015), assim como para os peixes rivulídeos, onde a espécie Hypsolebias antenori (Tulipano

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1973) (CNDC) divergiu das demais congêneres que ocorrem no rio São Francisco há cerca de 6 Ma (Costa et al. 2018). Enquanto H. velhochico e H. sertanejo, provavelmente divergiram por um evento vicário de captura de cabeceira, aparentemente, a especiação de H. johnii e Hypostomus sp. 2 se deu por uma possível especiação ecológica dentro da bacia do rio Parnaíba (PNB). Isto porque, novas oportunidades de habitat surgem após uma invasão, e essas oportunidades aumentam a resposta ecológica e fisiológica da linhagem a novos microhabitats existentes dentro de uma mesma bacia (Silva et al. 2016). Hypostomus johnii aparentemente ocupa apenas a área inferior e média do Rio Parnaíba, que corresponde ao bioma de Caatinga, enquanto Hypostomus sp. 2 ocupa a parte superior do rio, caracterizada por habitats com maior fluxo de água, em áreas de Cerrado (ver cap. 2). Abreu et al. (2019) levantaram a hipótese de que a elevada riqueza de peixes de água doce das drenagens do Maranhão, pode ter sido moldada pela sua configuração ecológica, em uma área de transição entre biomas (Amazônia, Cerrado e Caatinga). Tais peculiaridades podem ter sido imprescindíveis no processo de especiação de H. johnii e Hypostomus sp. 2, assim como no processo de adaptação das demais espécies de Hypostomus que ocorrem na bacia (H. vaillanti e H. pusarum). Segundo nossos resultados, a ictiofauna do PNB recebeu influência das drenagens do CNDC, das bacias amazônicas, assim como do SAFR, dessa forma, podemos afirmar que essa ecorregião também apresenta ictiofauna com múltiplas origens.

Considerações finais

Diante do exposto, concluímos que o gênero Hypostomus provavelmente se diversificou nas ecorregiões PNB e CNDC duas vezes, e na ecorregião do SAFR, no mínimo três vezes, e que os principais processos envolvidos na diversificação das espécies foi dispersão e vicariância por meio de capturas de cabeceiras, exceto para algumas linhagens provenientes das Guianas, presentes nas drenagens costeiras do norte do Nordeste Atlântico. Nossos dados sugerem que a ecorregião PNB recebeu influências Amazônicas na sua ictiofauna, mas também, tem relações pretéritas com o rio São Francisco, e o mesmo padrão é aplicado ao CNDC. Nossos resultados inferem que o caráter de manchas escuras pode configurar-se uma plesiomorfia para as espécies do clado 1, enquanto o padrão de manchas claras em Hypostomus foi desenvolvido independentemente por várias linhagens dos clados 2 e 3, não sendo muito informativo

164 para inferir relações filogenéticas, além do que, a mudança no colorido das espécies de Hypostomus podem indicar algum gatilho genético pela inversão do padrão de cor (Zawadzki et al., 2008). Ainda que nossos dados de reconstrução biogeográfica baseiem- se em apenas um marcador mitocondrial, esses resultados podem refletir de maneira significativa na história evolutiva das espécies de peixes de água doce da Caatinga, que foram por muito tempo negligenciadas no âmbito da biogeografia.

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Material suplementar

Figura suplementar 1: Bioregiões propostas para a reconstrução biogeográfica. Os pontos de ocorrência das espécies de Hypostomus são representadas por estrelas e círculos. Os círculos representam o marcador ATPase 6 e 8, e as estrelas o CO1.

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Figura Suplementar 2: Análise de reconstrução biogeográfica baseada no marcador CO1. Eventos de especiação: círculos azuis ao redor do nó ancestral = Dispersão, círculos rosa = Vicariância. Círculos em frente ao nome da espécie estão indicando o padrão de colorido dos táxons, bolas pretas preenchidas: Manchas escuras sob corpo mais claro, bolas vazias: manchas claras sob corpo escuro, sinal de interrogação: não foi possível obter a informação. Parnaíba (PNB), Caatinga Nordeste e Drenagens Costeiras (CNDC), São Francisco (SAFR), Sudeste Atlântico (SEAT), La Plata (LAPL).

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Figura Suplementar 3: Alguns morfótipos da região Nordeste Atlântico. A- Hypostomus pusarum (Caatinga Nordeste e Drenagens Costeiras); B- H. sertanejo (Caatinga Nordeste e Drenagens Costeiras), C- Hypostomus sp. 1 (Parnaíba), D- H. johnii (Parnaíba), E- Hypostomus sp. 2 (Parnaíba), F- H. vaillanti (Parnaíba), G- H. velhochico (Foto: Zawadzki et al. 2017) (São Francisco), H- H. alatus (São Francisco).

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Tabela Suplementar I: Informações sobre as sequências das espécies de Hypostomus do presente estudo, referentes ao marcador mitocondrial CO1. Parnaíba (PNB), Caatinga Nordeste e Drenagens Costeiras (CNDC), São Francisco (SAFR), Sudeste Atlântico (SEAT), La Plata (LAPL).

Espécies Local de coleta País GenBank (CO1) Amostra Número de tombo Hypostomus pusarum CNDC02 Rio Ceará-mirm, Ceará-mirm, RN Brasil - TIUFRN0293 UFRN 1127 Hypostomus pusarum CNDC01 Rio Ceará-mirm, Ceará-mirm, RN Brasil - TIUFRN0294 UFRN 1127 Hypostomus sertanejo CNDC01 Vazante do Açude Orós, Bacia do Rio Jaguaribe, Orós, CE Brasil - TIUFRN1841 UFRN 1802 Hypostomus sertanejo CNDC02 Vazante do Açude Orós, Bacia do Rio Jaguaribe, Orós, CE Brasil - TIUFRN1842 UFRN 1802 Hypostomus sp. 1 PNB01 Rio Poty, Bacia do Rio Parnaíba, Crateús, CE Brasil - TIUFRN3622 UFRN 5082 Hypostomus sp. 1 PNB02 Rio Parnaíba, Barão do Grajaú, MA Brasil - TIUFRN4851 UFRN 5642 Hypostomus johnii PNB01 Rio do Pejuaba, Bacia do Rio Parnaíba, Alto Alegre, PI Brasil - TIUFRN4805 UFRN5494 Hypostomus johnii PNB02 Rio do Pejuaba, Bacia do Rio Parnaíba, Alto Alegre, PI Brasil - TIUFRN4806 UFRN5494 Hypostomus vaillanti PNB01 Rio Parnaíba, Barão do Grajaú, MA Brasil - TIUFRN4846 UFRN5648 Hypostomus vaillanti PNB02 Rio Parnaíba, Barão do Grajaú, MA Brasil - TIUFRN4847 UFRN5648 Hypostomus sp. 2 PNB01 Riacho do Muquem, Rio Parnaíba, Barão do Grajaú, MA Brasil - TIUFRN4838 UFRN5635 Hypostomus sp. 2 PNB02 Riacho do Muquem, Rio Parnaíba, Barão do Grajaú, MA Brasil - TIUFRN4855 UFRN5635 Hypostomus velhochico SAFR01 Rio das rãs, Bacia do Rio São Francisco, Vesperina, BA Brasil - UESB 9008 UESB 9008 Hypostomus velhochico SAFR02 Rio Japoré, Bacia do Rio São Francisco, Manga, MG Brasil - UESB 9024 UESB 9024 Hypostomus alatus SAFR01 Bacia do Rio São Francisco Brasil HM405131.1 - DCC00436 Hypostomus alatus SAFR02 Mercado público, Bacia do Rio São Francisco, Curaçá, BA Brasil - TIUFRN4673 - Riacho do Poção, Bacia do Rio São Francisco, Juazeiro, Hypostomus alatus SAFR03 Brasil - TIUFRN4661 UFRN5653 BA Hypostomus sp.6 SAFR Mercado público, Bacia do Rio São Francisco, Curaçá, BA Brasil - TIUFRN4672 - Hypostomus sp.5 SAFR01 Mercado público, Bacia do Rio São Francisco, Curaçá, BA Brasil - TIUFRN4665 - Hypostomus sp.5 SAFR02 Mercado público, Bacia do Rio São Francisco, Curaçá, BA Brasil - TIUFRN4666 - Hypostomus francisci SAFR Rio São Francisco Brasil MN854526.1 - - Hypostomus paucimaculatus AMAZ Rio Approuague, Bacia do Rio Amazonas Suriname MN854521.1 - MNHG 2673.067 Hypostomus sp.8 AMAZ01 Rio Pindaré, Bacia do Rio Amazonas Brasil MN854622.1 - - Hypostomus sp.8 AMAZ02 Rio Pindaré, Bacia do Rio Amazonas Brasil MN854617.1 - - Hypostomus sp. aff plecostomus AMAZ01 Rio Xingu, Bacia do Rio Amazonas Brasil MN854602.1 - - Hypostomus sp. aff plecostomus AMAZ02 Rio Tambopata, Bacia do Rio Amazonas Peru MN854553.1 - MHNG 2588.056

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Hypostomus sp.7 AMAZ Bacia do Rio Amazonas Brasil MN854587.1 - - Hypostomus oculeus AMAZ Rio Orteguaza, Bacia do Rio Amazonas Colombia MN854550.1 - - Hypostomus weberi AMAZ Rio Japura, Bacia do Rio Amazonas Brasil MN854623.1 - INPA-ICT 049310 Hypostomus faveolus AMAZ Rio Xingu Brasil MN854499.1 - - Hypostomus goyazensis AMAZ Rio Vermelho, bacia do rio Tocantins-Araguaia Brasil MN854612.1 - - Hypostomus sp.10 AMAZ Rio Tocantins-Araguaia, Bacia do Rio Amazonas Brasil MN854614.1 - - Hypostomus sp.9 AMAZ Rio Tapajós Brasil MN969681.1 - MNRJ35628 Hypostomus plecostomus GUIA01 Rio Kaw, Bacia do Rio Amazonas GuianaFrancesa MN854533.1 - - Hypostomus plecostomus GUIA02 Rio Kourou, Bacia do Rio Amazonas GuianaFrancesa MN854532.1 - - Hypostomus corantijni GUIA01 Rio Corantijn Suriname MN854483.1 - MHNG 2708.019 Hypostomus corantijni GUIA02 Rio Corantijn Suriname MN854488.1 - MHNG2708.016 Hypostomus coppenamensis GUIA01 Rio Coppename Suriname MN854564.1 - - Hypostomus coppenamensis GUIA02 Rio Saramacca Suriname MN854586.1 - - Hypostomus watwata GUIA01 Rio Oyapock GuianaFrancesa MN854565.1 - MHNG 2645.009 Hypostomus watwata GUIA02 Rio Suriname Suriname MN854577.1 - MNHG 2621.021 Hypostomus watwata GUIA03 Rio Kourou GuianaFrancesa MN854490.1 - MHNG 2721.076 Hypostomus gymnorhynchus GUIA01 Rio Suriname Suriname MN854510.1 - MNHG 2673.096 Hypostomus gymnorhynchus GUIA02 Rio Commewijne Suriname MN854481.1 - MNHG 2760.03 Hypostomus sp.6 SEAT Baixo Rio Jequitinhonha Brasil MN854589.1 - - Hypostomus sp.5 SEAT Rio de Contas Brasil MN854548.1 - - Hypostomus paulinus LAPL Rio Tietê, Bacia do Rio Paraná Brasil MN854605.1 - LPB 2548 Hypostomus topavae LAPL Rio Paraná, Bacia do Rio Paraná Brasil MN854545.1 - - Hypostomus sp. gr. ancistroides LAPL Bacia do Rio Paraná Brasil MN854458.1 - MCP45945_H Hypostomus commersoni LAPL Rio Paraguai Argentina MN854469.1 - - Hypostomus uruguayensis LAPL Rio Paraguai Argentina MN854496.1 - - Hypostomus aff. regani LAPL Rio Paraguai Brasil MN854531.1 - - Hypostomus myersi LAPL Rio Iguazu, Bacia do Rio Paraná Argentina GU701696.1 - - Hypostomus hermanni LAPL Rio Paranapanema, Bacia do Rio Paraná Brasil GU701707.1 - LPB 116

Pterygoplichthys parnaibae Açude de Bonito, Bacia do Rio Parnaíba, Amarante, PI Brasil - TIUFRN4821 UFRN5649

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Tabela Suplementar II: Informações sobre as sequências das espécies de Hypostomus do presente estudo, referentes ao marcador mitocondrial ATPase. Parnaíba (PNB), Caatinga Nordeste e Drenagens Costeiras (CNDC), São Francisco (SAFR), Sudeste Atlântico (SEAT), La Plata (LAPL).

Espécies Local de coleta País Número de tombo Amostra

Hypostomus pusarum CNDC01 Rio Ceará-mirm, Ceará-mirm. RN Brasil TIUFRN0293 UFRN 1127 Hypostomus pusarum CNDC02 Rio Ceará-mirm, Ceará-mirm. RN Brasil TIUFRN0294 UFRN 1127 Hypostomus sertanejo CNDC01 Vazante do Açude Orós, bacia do Rio Jaguaribe, Orós. CE Brasil TIUFRN1841 UFRN 1802 Hypostomus sertanejo CNDC02 Vazante do Açude Orós, bacia do Rio Jaguaribe, Orós. CE Brasil TIUFRN1842 UFRN 1802 Hypostomus sp.1 PNB01 Rio Poty, Crateús. CE Brasil TIUFRN3622 UFRN 5082 Hypostomus sp.1 PNB02 Riacho do Muquem, Barão do Grajaú. MA Brasil TIUFRN4851 UFRN 5642 Hypostomus johnii PNB01 Rio do Pejuaba, bacia do Rio Parnaíba, Alto Alegre. PI Brasil TIUFRN4805 UFRN5494 Hypostomus johnii PNB02 Rio do Pejuaba, bacia do Rio Parnaíba, Alto Alegre. PI Brasil TIUFRN4806 UFRN5494 Hypostomus vaillanti PNB01 Rio Parnaíba, Barão do Grajaú, MA Brasil TIUFRN4846 UFRN5648 Hypostomus vaillanti PNB02 Rio Parnaíba, Barão do Grajaú, MA Brasil TIUFRN4847 UFRN5648 Hypostomus sp.2 PNB01 Riacho do Muquem, Barão do Grajaú. MA Brasil TIUFRN4838 UFRN5635 Hypostomus sp.2 PNB02 Riacho do Muquem, Barão do Grajaú. MA Brasil TIUFRN4855 UFRN5635 Hypostomus sp. 11 SAFR Rio Guarda Mor, bacia do rio São Francisco, Guarda Mor. MG Brasil MZUSP 100862 - Hypostomus velhochico SAFR01 Rio das rãs, Bacia do Rio São Francisco, Vesperina, BA Brasil UESB 9008 UESB 9008 Hypostomus velhochico SAFR02 Rio Japoré, Bacia do Rio São Francisco, Manga, MG Brasil UESB 9024 UESB 9024 Hypostomus sp.3 SAFR01 Mercado público, bacia do Rio São Francisco, Curaçá. BA Brasil TIUFRN4665 - Hypostomus sp.3 SAFR02 Mercado público, bacia do Rio São Francisco, Curaçá. BA Brasil TIUFRN4666 - Hypostomus alatus SAFR01 Mercado público, bacia do Rio São Francisco, Curaçá. BA Brasil TIUFRN4673 - Hypostomus alatus SAFR02 Riacho do Poção, bacia do Rio São Francisco, Juazeiro. BA Brasil TIUFRN4661 - Hypostomus faveolus AMAZ Rio Couto Magalhães, bacia do rio Xingu. Campinópolis. MT. Brasil MZUSP 98109 - Hypostomus sp. 16 AMAZ - Brasil - - Hypostomus sp. 17 AMAZ01 Rio Jamanxim, bacia do rio Tapajós. Novo Progresso. PA Brasil MZUSP 97509 - Hypostomus sp. 17 AMAZ02 Rio Jamanxim, bacia do rio Tapajós. Novo Progresso. PA. Brasil MZUSP 97362 - Hypostomus goyazensis AMAZ01 Rio Vermelho, bacia do rio Tocantins. Goiás. GO. Brasil UNESP 4952 - Hypostomus sp. 15 AMAZ01 - Brasil - - Hypostomus sp. 15 AMAZ02 - Brasil - - 175

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Hypostomus ericae AMAZ Bacia do Rio Araguaia, Barra da garça. MT. Brasil UNESP 2424 - Hypostomus cochliodon AMAZ01 - Brasil - - Hypostomus cochliodon AMAZ02 - Brasil - - Hypostomus cochliodon AMAZ03 - Brasil - - Hypostomus cf. rondoni AMAZ01 Bacia do rio Tapajós. Itaúba. MT. Brasil MZUSP 96814 - Hypostomus plecostomoides AMAZ Laguna del Castilheiros, Bacia do Rio Orinoco, Venezuela. Venezuela UNESP 2197 - Hypostomus gr cochliodon AMAZ01 Rio Jari, AP Brasil MZUSP (não tombado) - Hypostomus rondoni AMAZ Cachoeira da Neblina, bacia do rio Tapajós. Peixoto de Azevedo. MT. Brasil - - Hypostomus aff. gymnorhynchus AMAZ Rio Jari, AP Brasil MZUSP (não tombado) - Hypostomus luetkeni SEAT01 Rio Paraíba do Sul. Bacia do rio Paraíba do Sul. Guararema. SP Brasil UNESP 6442 - Hypostomus luetkeni SEAT02 Rio Paraíba do Sul. Bacia do rio Paraíba do Sul. Guararema. SP Brasil UNESP 6442 - Hypostomus agna SEAT01 Rio Ribeira de Iguape, bacia do rio Ribeira de Iguape. Iporanga. SP. Brasil MZUSP 99667 - Hypostomus agna SEAT02 Rio Ribeira de Iguape, bacia do rio Ribeira de Iguape. Iporanga. SP. Brasil MZUSP 99667 - Hypostomus affinis SEAT01 Ribeirão Bonito, bacia do Rio Paraíba do Sul. SP Brasil MZUSP (não tombado) - Hypostomus affinis SEAT02 Ribeirão Bonito, bacia do Rio Paraíba do Sul. SP Brasil MZUSP (não tombado) - Hypostomus interruptus SEAT01 Bacia do rio Ribeira de Iguape, Pedro de Toledo. SP. Brasil MZUSP 99631 - Hypostomus tapijara SEAT01 Rio Ribeira de Iguape, bacia do rio Ribeira de Iguape, Iporanga. SP. Brasil MZUSP 99666 - Hypostomus leucophaeus SEAT Rio Itapicuru Mirim Brasil - - Hypostomus cf. garmani SEAT01 - - - Hypostomus cf. wuchereri SEAT01 Rio Gongogi, bacia do rio de Contas. BA. Brasil MZUSP 102938 - Hypostomus cf. wuchereri SEAT02 Rio Gongogi, bacia do rio de Contas. BA. Brasil MZUSP 102938 - Hypostomus sp.12 LAPL01 - Brasil - - Hypostomus latirostris LAPL01 Rio Cuiabá, bacia do rio Paraguai. Cuiabá. MT. Brasil UNESP 7536 - Hypostomus latirostris LAPL02 Rio Cuiabá, bacia do rio Paraguai. Cuiabá. MT. Brasil UNESP 7536 - Hypostomus mutucae LAPL01 Rio Claro, bacia do rio Paraguai. Chapada dos Guimarães. MT. Brasil UNESP 7538 - Hypostomus strigaticeps LAPL02 Rio Araquá. Bacia do rio Tietê. Botucatu. SP. Brasil UNESP 2148 - Hypostomus aff. ancistroides LAPL - Brasil - - Hypostomus nigromaculatus LAPL01 - - - - Hypostomus regani LAPL01 - - - - Hypostomus regani LAPL02 - - - -

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Hypostomus nigromaculatus LAPL02 - - - - Hypostomus sp. 13 LAPL01 Rio Tietê - - - Hypostomus sp.13 LAPL02 Rio Tietê - - - Hypostomus sp.14 LAPL Rio Mogi Guaçu, bacia do rio Grande. Inconfidentes. MG. Brasil MZUSP 100867 - Hypostomus commersoni LAPL01 Bacia do rio Jacui, entre Cruz Alta e Ibirubá. RS. Brasil MZUSP 99631 - Hypostomus commersoni LAPL02 Rio Ibicuí, bacia do rio Uruguay, entre Uruguaiana e Itaqui. RS Brasil MCP 26678 - Hypostomus boulengeri LAPL01 Riacho urbano, bacia do rio Paraguai. Cuiabá. MT Brasil UNESP 27394 - Hypostomus ancistroides LAPL01 Passa Cinco, Ipeúna, SP. Brasil - - Hypostomus ancistroides LAPL02 Bacia do rio Paranapanema. Maracaí. SP. Brasil MZUSP 102826 -

Tabela Suplementar III: Nomenclatura das sequências baixadas do GenBank, e nomenclatura utilizada para cada uma dessas sequências no presente estudo. Guianas (GUIA), Amazonas (AMAZ), São Francisco (SAFR), Sudeste atlântico (SEAT), LaPlata (LAPL).

GenBank Código (GenBank) Este trabalho HfrancisciMNLM7687_H_COI MN854526.1 Hypostomus francisci SAFR HpaulinusLPB2548_CO MN854605.1 Hypostomus paulinus SAFR Hypostomus_alatus voucher DCC00436 HM405131.1 Hypostomus alatus SAFR01 Hypostomus_sp._AZ4_isolate_AZ4_H_sp_J MN854548.1 Hypostomus sp.5 SEAT Hypostomus_sp. Contas MN854589.1 Hypostomus sp.6 SEAT Hypostomus_commersoni_isolate_AR15_1349 MN854469.1 Hypostomus commersoni LAPL Hypostomus_sp._gr._ancistroides_2_isolate_MCP45945_H MN854458.1 Hypostomus sp.gr.ancistroides LAPL Hypostomus_aff._regani_LJQ-2019 MN854531.1 Hypostomus aff. regani LAPL Hplecostomus_GF98_002 MN854533.1 Hypostomus plecostomus GUIA01 Hplecostomus_GF98_018 MN854532.1 Hypostomus plecostomus GUIA02 Hypostomus_coppenamensis_isolate_GFSU12_593 MN854564.1 Hypostomus coppenamensis GUIA01 Hypostomus_coppenamensis_isolate_GFSU14_704 MN854586.1 Hypostomus coppenamensis GUIA02 Hypostomus_corantijni_isolate_SU07_273_H MN854483.1 Hypostomus corantijni GUIA01 Hypostomus_corantijni_isolate_SU07_87_H_ MN854488.1 Hypostomus corantijni GUIA02 Hypostomus_watwata_isolate_GF99_161_H MN854565.1 Hypostomus watwata GUIA01 Hypostomus_watwata_isolate_SU01_002_ MN854577.1 Hypostomus watwata GUIA02

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Hypostomus_watwata_isolate_GF10_004_H MN854490.1 Hypostomus watwata GUIA03 HfaveolusAqua12_H_f MN854499.1 Hypostomus faveolus AMAZ HuruguayensisFHN2659_Hu MN854496.1 Hypostomus uruguayensis AMAZ Hypostomus_goyazensis_isolate_CO11483 MN854612.1 Hypostomus goyazensis AMAZ Hypostomus_topavae_isolate_MNLM7708_H MN854545.1 Hypostomus topavae AMAZ Hypostomus_gymnorhynchus_isolate_SU08_958_H MN854510.1 Hypostomus gymnorhynchus AMAZ01 Hypostomus_gymnorhynchus_isolate_SU05_93_H_ MN854481.1 Hypostomus gymnorhynchus AMAZ02 Hypostomus_sp._1_aff._plecostomus_LJQ-2019_isolate_P24325 MN854602.1 Hypostomus sp.aff. plecostomus AMAZ01 Hypostomus_sp._1_aff._plecostomus_LJQ-2019_isolate_PE96_003_C MN854553.1 Hypostomus sp.aff. plecostomus AMAZ02 Hypostomus_weberi isolate P28608_Hco MN854623.1 Hypostomus weberi AMAZ

Hypostomus_ paucimaculatus isolate SU05_155 MNHG 2673.067 Hypostomus paucimaculatus AMAZ Hypostomus_oculeus isolate T24652_CBJ MN854550.1 Hypostomus oculeus AMAZ Hypostomus_sp._L231_isolate_Aqua36 MN854587.1 Hypostomus sp.7 AMAZ Hypostomus_sp._Pindare_isolate_NP08_Hsp_R MN854622.1 Hypostomus sp.8 AMAZ01 Hypostomus_sp._Pindare_isolate_NP01_Hsp_R MN854617.1 Hypostomus sp.8 AMAZ02 Hypostomus sp. "MNRJ35628" MN969681.1 Hypostomus sp.9 AMAZ HspMaranhaoTocantinsAraguaia MN854614.1 Hypostomus sp.10 AMAZ

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CONCLUSÃO GERAL

Estudos acerca da diversidade de espécies de peixes descritas para as drenagens do Nordeste do Brasil foram por muito tempo negligenciados, entretanto, esse cenário vem mudando, e recentemente vários estudos elencam uma estimativa de riqueza e endemismo para essas regiões hidrográficas, mas as questões a respeito de incertezas taxonômicas ainda persistem. Atualmente metodologias genéticas foram incorporadas a taxonomia morfológica (Taxonomia integrativa), auxiliando na delimitação de linhagens e trazendo informações sobre relações de parentesco das espécies, e nesse âmbito, a integração desses métodos foi aqui empregada para elucidar algumas questões taxonômicas de espécies do gênero Hypostomus, de algumas ecorregiões do Nordeste do Brasil. Especificamente para a ecorregião Caatinga Nordeste e Drenagens Costeiras (CNDC), o nosso estudo revelou que o número de espécies descritas se encontrava até então, subestimado, visto que um dos nossos resultados foi que H. carvalhoi, H. jaguribensis, H. nudiventris, H. papariae e H. salgadae são sinônimas de H. pusarum. Esta última espécie, também foi encontrada ocorrendo nas duas ecorregiões adjacentes à CNDC: Parnaíba e São Francisco, sendo dessa forma, a espécie do gênero mais amplamente distribuída nas drenagens das ecorregiões do Nordeste do país. Através de nossos dados, elevamos o número de riqueza de espécies do gênero Hypostomus de outra ecorregião (Parnaíba - PNB), com a descrição de duas novas espécies para a ciência: Hypostomus sp. n. 1 e Hypostomus sp. n. 2, com base em morfologia externa e DNA Barcode. A PNB, até pouco tempo atrás foi considerado de baixo nível de endemismo, e a partir do trabalho de Ramos et al., 2014, verificou-se que a região carecia de mais estudos taxonômicos, afim de elucidar a diversidade de suas drenagens, até a realização deste trabalho, constava ocorrência de apenas duas espécies de Hypostomus na PNB. Posteriormente aos nossos resultados, foi verificada a ocorrência de seis espécies na bacia do Rio Parnaíba (PNB), são elas: Hypostomus johnii, H. pusarum, H. vaillanti, Hypostomus sp. n. 1, Hypostomus sp. n. 2, e mais uma provável espécie nova, destas, pelo menos três são endêmicas da bacia. Esse resultado infere que a compreensão da diversidade e riqueza nesta ecorregião ainda encontra-se incipiente, e que mais estudos taxonômicos precisam ser realizados.

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Após estimar a riqueza e distribuição dessas espécies, nossos dados revelaram padrões de relacionamento filogenético dos cascudos do gênero Hypostomus das ecorregiões CNDC, PNB e SAFR que juntas formam o Nordeste Atlântico (NEAT), com as drenagens adjacentes. Filogeneticamente, as ecorregiões PNB e CNDC tem influências Amazônicas e das drenagens das Guianas na sua ictiofauna, bem como, apresentam relações pretéritas com o SAFR, e esta última com as drenagens do sistema La Plata. Com base em nossas inferências biogeográficas, provavelmente o gênero Hypostomus invadiu as ecorregiões PNB e CNDC duas vezes, e a ecorregião do SAFR, no mínimo três vezes. Foram levantadas hipóteses sobre um evento de diversificação de linhagens por paleodrenagens provenientes das Guianas, presentes nas drenagens costeiras do norte do Nordeste Atlântico, porém, os principais processos envolvidos na diversificação das espécies de Hypostomus no NEAT foi por meio de capturas de cabeceiras. Com a aplicação de um relógio molecular em nossas análises, foi possível estimar que a maioria das espécies de Hypostomus analisadas no presente estudo se diversificaram na região do NEAT no período entre o Mioceno tardio e Plioceno, e esse período é atrelado a baixas temperaturas que propiciaram a expansão das áreas do semiárido no nordeste, inclusive, corrobora com dados de outros grupos taxonômicos endêmicos do bioma Caatinga. Porém, em alguns clados evidenciou o papel das flutuações do nível do mar no período do Pleistoceno na diversificação dessas espécies O presente estudo preencheu algumas lacunas acerca da taxonomia das espécies do gênero Hypostomus nas drenagens das ecorregiões Caatinga Nordeste e Drenagens Costeiras e Parnaíba, assim como forneceu informações sobre a história evolutiva desse gênero na região do semiárido, gerando informações acerca de tempos de divergências e processos geomorfológicos envolvidos na dispersão e vicariância das espécies.

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