Près De 600 Spécimens Ont Été Observés Ou Récoltés, Se Rapportant
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Société linnéenne de Bordeaux 1, place Bardineau - 33000 Bordeaux Données entomologiques sur la réserve naturelle de Hourtin (Gironde) Décembre 2011 A la demande de l’Office National des Forêts, une étude sur la biodiversité entomologique du Palu du Molua et de la forêt dunaire (Hourtin, Gironde) a été entreprise par des entomologistes de la Société linnéenne de Bordeaux. Cette étude s’est principalement déroulée sur l’année 2011. Les entomologistes de la Société linnéenne de Bordeaux ayant participé aux échantillonnages et à l’étude du matériel furent : Henri CHEVIN (Tenthredininidae) Patrick DAUPHIN (Coléoptères, Hétéroptères, Homoptères & divers) David GENOUD (Hyménoptères) Cyril GREAUME (Mollusques) Claude JEANNE (Carabidae) Frédéric LABAT (Invertébrés aquatiques, Diptères) Sébastien LABATUT (Lépidoptères diurnes, Hétéroptères & Coléoptères) Jean-Pierre PARIS (Coléoptères) Alain ROYAUD (Coléoptères, Hétéroptères, Homoptères & divers) Jérôme SIMON (Invertébrés aquatiques) Jean-Philippe TAMISIER (Carabidae) Les échantillonnages se sont déroulés de mars à août 2011. Les dates de prélèvement sont : 05/03/11, 30/04/2011, 02/07/2011, 27/08/2011. Des données d'échantillonnages antérieurs ont également été ajoutées. Ces prélèvements ont eu lieu les : 24/04/2008, 24/05/2008, 06/07/2008, 15/02/2009, 30/05/2009. La rédaction du rapport a été assurée par Frédéric LABAT avec l’aide de Patrick DAUPHIN. Les photographies sont de Frédéric LABAT et Jean-Jacques MILAN. Nous tenons à remercier vivement le personnel de l’ONF pour leur accueil sur le site et leur aide amicale. Table des matières I- Méthodes...........................................................................................................................................1 I.1 - Techniques de prélèvements.................................................................................................... 1 I-2 - Préparation et identification des échantillons.......................................................................... 2 I.3 - Les milieux prospectés.............................................................................................................3 II - Résultats......................................................................................................................................... 5 II.1 - Résultats d’ensemble.............................................................................................................. 5 II.2 - Répartition selon les ordres d’Insectes................................................................................... 6 II.3 - Diversité des Coléoptères....................................................................................................... 7 II.4 - Diversité des Hémiptères........................................................................................................8 II.5 - Principaux modes d'alimentation des espèces capturées........................................................ 9 II.6 - Efficacité de la campagne 2011............................................................................................ 10 II.7 - Bilan des 2 campagnes et richesse entomologique par milieu..............................................11 II.8 - Premier bilan sur les zones gyrobroyées...............................................................................11 II.9 - Diversité des Invertébrés aquatiques, campagne 2011......................................................... 12 III - Espèces patrimoniales................................................................................................................. 13 III.1- Bilan de la nouvelle campagne.............................................................................................13 III.2- Bilan des deux campagnes....................................................................................................14 IV - Quelques conseils de gestion en vue de favoriser l’entomofaune de la réserve......................... 15 IV.1- Les milieux aquatiques.........................................................................................................15 IV.2 - Les milieux forestiers..........................................................................................................15 IV.3 - Les milieux ouverts (lande et prairie)................................................................................. 15 V - Propositions pour une étude entomologique future......................................................................16 V.1 - Étude entomologique générale............................................................................................. 16 V.2 - Milieux aquatiques............................................................................................................... 16 V.3 - Milieux forestiers et gyrobroyés ..........................................................................................16 Annexes Annexe 1 : Remarques générales sur les études d'entomofaune en France Annexe 2 : Liste tes invertébrés identifiés en 2011 Annexe 3 : Tableau complet des invertébrés aquatiques identifiés en 2011 Annexe 4 : Liste des insectes patrimoniaux identifiés en 2011 Annexe 5 : Tableau complet des observations Annexe 6 : Légende des abréviations utilisées dans les tableaux Annexe 7 : Localisation des échantillonnages Annexe 8 : Bibliographie I- Méthodes I.1 - Techniques de prélèvements Les techniques employées pour les prélèvements furent les suivantes : Piégeage lumineux ou « chasse de nuit » : de nombreux insectes sont attirés par la lumière. L'utilisation nocturne d'une lampe à vapeur de mercure permet de capturer de nombreuses espèces, notamment des Hétérocères (papillons de nuit). Chasse à vue par l’observation de la végétation, du sol, des insectes en vol, etc. Cette méthode très simple ne permet de récolter que les espèces les plus visibles. Fauchage de la végétation herbacée. L’utilisation du filet fauchoir est très productive, surtout à la belle saison ; en passant le filet sur les plantes, que l’on frappe en utilisant le bord du filet un peu comme une faux, on récolte une quantité considérable d’insectes de toutes tailles, appartenant à tous les groupes ; il est commode, après quelques coups de filet, de déverser le contenu dans une assiette blanche où l’on peut capturer par aspiration tous les spécimens qui semblent intéressants. Le fauchage présente cependant deux inconvénients : les espèces qui volent bien sont souvent difficiles à capturer, et donc risquent de se trouver sous-estimées dans les relevés ; d’autre part, cette méthode ne permet que rarement de préciser l’association d’un phytophage avec une plante particulière. Battage de la végétation herbacée. On utilise à cette fin une assiette blanche ou tout autre support du même genre, que l’on place sous la touffe de plantes à étudier ; ces dernières sont alors énergiquement secouées pour faire tomber dans l’assiette toutes les espèces présentes. Moins productive quantitativement que la précédente, cette méthode est beaucoup plus fine pour l’étude relations espèce phytophage / plante-hôte. Battage de la végétation arbustive et arborescente. Comme il n’est guère possible de faucher les plantes ligneuses, le battage est la méthode fondamentale pour étudier leur faune ; on utilise un battoir (dit aussi « parapluie japonais ») qui peut être constitué par une nappe de toile blanche tendue sur armature légère en forme de croix, de 70 cm à 1 m de côté, ou bien par un véritable parapluie de couleur claire unie. Les branches placées au dessus du battoir sont frappées avec un bâton, et les insectes qui s’y trouvent tombent dans la nappe, où on les récolte le plus souvent par aspiration. Comme pour le fauchage, il y a risque de sous-estimer les espèces qui volent bien. Tri des mousses et débris végétaux. C’est encore le plus souvent l’assiette blanche, quelquefois le battoir, qui sont utilisés pour récolter la faune des mousses et des débris végétaux, feuilles mortes, paille, etc. Une petite quantité du substrat est ainsi placée sur un fond blanc, où les insectes sont récoltés par aspiration. Chasse au haveneau ou au troubleau. Cette méthode permet de capturer les invertébrés aquatiques. Elle consiste notamment à effectuer un mouvement de va et vient avec un filet rigide, afin de mettre en suspension la faune puis la capturer. page n° 1 I-2 - Préparation et identification des échantillons Très peu d’espèces d’insectes peuvent être identifiées sur place ; celles-ci ont été référencées au fur et à mesure, afin de retrouver les stations de capture après identification. La grande majorité des espèces, même parmi celles d’assez grande taille, nécessite une étude en laboratoire à la loupe binoculaire, et, très souvent, une dissection des génitalias. Les insectes récoltés sont alors tués par les vapeurs d’acétate d’éthyle (ou éther acétique, produit qui à l’avantage de causer une mort rapide et de conserver la souplesse des articulations, ce qui est important pour l’étape suivante). Au laboratoire, ils sont « préparés », c'est-à-dire piqués sur épingle (Lépidoptères) ou collés sur une paillette, petit rectangle de carton blanc (Coléoptères, Hémiptères, etc.). Dans tous les cas, l’échantillon doit être « étalé », c'est-à-dire disposé de manière à ce que les organes importants pour l’identification (pattes, antennes, etc.) soient bien visibles, et accompagné d’une étiquette dite « de localité » où sont consignés la commune et la zone de récolte, la date, la plante-hôte éventuelle, le nom du récolteur, etc. Ce travail long et minutieux (il y a souvent