UNIVERSITE D’ANTANANARIVO FACULTE DES SCIENCES DEPARTEMENT DE BIOLOGIE ANIMALE

MEMOIRE POUR L’OBTENTION DU Diplôme d’ Etudes Approfondies (D.E.A.)

Formation Doctorale : Sciences de la Vie Option : Biologie, Ecologie et Conservation Animale s Etudes phylogénétique, morphologique et systématique de trois genres de Cichlidés (poissons téléostéens, Perciformes) endémiques de Madagascar

Présenté par :

Mademoiselle Lovaharisoa Mampianina RAKOTOMAMONJY

Devant le JURY composé de :

Président : Monsieur Achille RASELIMANANA, Professeur d’ESR, Rapporteur : Madame Noromalala RASOAMAMPIONONA RAMINOSOA, Professeur d’ESR, Co-rapporteur : Monsieur Roger Daniel RANDRIANIAINA, Docteur, Examinateurs : Madame Jeanne RAZANABOLANA RASAMY, Maître de Conférences, Madame Ranalison OLIARINONY, Maître de Conférences

Soutenu publiquement le 30 avril 2015

UNIVERSITE D’ANTANANARIVO FACULTE DES SCIENCES DEPARTEMENT DE BIOLO GIE ANIMALE

MEMOIRE POUR L’OBTENTION DU Diplôme d’ Etudes Approfondies (D.E.A.)

Formation Doctorale : Sciences de la Vie Option : Biologie, Ecologie et Conservation Animale s Etudes phylogénétique , morphologique et systématique de trois genres de Cic hlidés (poissons téléostéens, Perciformes) endémiques de Madagascar

Présenté par : Mademoiselle Lovaharisoa Mampianina RAKOTOMAMONJY

Devant le JURY composé de :

Président : Monsieur Achille RASELIMANANA, Professeur d’ESR, Rapporteur : Madame Noromalala RASOAMAMPIONONA RAMINOSOA, Professeur d’ESR, Co-rapporteur : Monsieur Roger Daniel RANDRIANIAINA, Docteur, Examinateurs : Madame Jeanne RAZANABOLANA RASAMY, Maître de C onférences, Madame Ranalison OLIARINONY, Maître de Conférences

Soutenu publiquement le 30 avril 2015

REMERCIEMENT

« Grâce soit rendue à Dieu pour son don merveilleux .» II CORINTHIENS 9.15

Cette étude a été accomplie dans le cadre de l’accord de collaboration entre le Département de Biologie Animale (Faculté des Sciences – Université d’Antananarivo) et le Zoological Institute, Technical University of Braunschweig. Les mérites ne me reviennent sans la considération de la collaboration de nombreuses personnes ayant participé de près ou de loin à la réalisation de ce mémoire. Je saisis cette occasion pour adresser ma profonde gratitude à la Fondation Volkswagen pour avoir financé la présente étude, que ce soit pour les descentes sur le terrain ou pour les travaux au laboratoire ; étude qui s’inscrit dans le projet de recherche (Ref: 85 643) intitulé «Etude des phylogénies des espèces de poissons d’eau douce de Madagascar». Mes sincères remerciements vont à tous ceux qui m’ont prêtés leur concours pour la réalisation et pour l’achèvement de mon travail, tout particulièrement : - Monsieur Marson RAHERIMANDIMBY, Professeur et Doyen de la Faculté des Sciences de l’Université d’Antananarivo, pour m’avoir autorisée à soutenir ce mémoire ; - Monsieur Félix RAKOTONDRAPARANY, Maître de Conférences et Chef du Département de Biologie Animale, pour avoir accepté la présentation de cette étude au sein du Département ; - Madame Noromalala Rasoamampionona RAMINOSOA, Professeur d’ESR qui, en dépit de ses lourdes responsabilités, a bien voulu encadrer ce travail. Grâce à ses judicieux conseils et aux qualités pédagogiques qu’elle m’a transmise, mes études ont été menées à bien. Qu’elle trouve ici l’expression de ma profonde estime ; - Monsieur Achille RASELIMANANA, Professeur d’ESR, qui m’a fait le grand honneur de présider la présentation de ce mémoire malgré ses nombreuses obligations. Veuillez trouver ici toutes mes considérations ; - Madame Jeanne RAZANABOLANA RASAMY, Maître de Conférences au Département de Biologie Animale, pour avoir accepté de faire partie de la commission de lecture et de siéger parmi les membres de jury de ce mémoire. Mes remerciements pour votre dévouement ; - Madame le Docteur Ranalison OLIARINONY, Maître de Conférences au Département de Biologie Animale, pour avoir accepté d’examiner mon travail et faire partie des membres de jury. Veuillez recevoir mes vifs remerciements ; i

- Monsieur le Docteur Roger Daniel RANDRIANIANA qui m’a honoré de sa confiance en m’acceptant et m’intégrant dans son équipe de recherche. Je lui suis reconnaissante pour les précieuses connaissances scientifiques qu’il m’a transmises, que ce soit sur le terrain ou au laboratoire. Aussi, pour le temps conséquent qu’il m’a accordé, pour son attention de tout instant sur mes travaux et pour ses conseils avisés qui ont été déterminants pour la bonne réussite de ce travail ; je lui adresse ma gratitude. Ma profonde et sincère reconnaissance s’adresse également à tous les enseignants et personnel administratif et technique du Département de Biologie Animale pour les efforts qu’ils ont fourni pour assurer la réussite de notre formation. Je n'oublierai pas de remercier aussi le Professeur Docteur Miguel VENCES de m'avoir donnée les séquences des poissons qu'il a collectés pour compléter cette étude. J’adresse mes sincères remerciements à Madame Fanomezana Mihaja RATSOAVINA, Maître de Conférences au Département de Biologie Animale pour son dévouement qui nous a été très instructif et tellement précieux pour ce mémoire. Tout simplement merci. Je remercie Monsieur Guy TAM HYOK, Chef du projet de ré-introduction des poissons en voie d’extinction dans le Nord-Est de Madagascar dans le centre d’APPA à Andapa, pour avoir accepté de collaborer lors de la collecte des échantillons sur les lieux. Sa sympathie et ses conseils avisés ont été une grande ressource pour l’achèvement de cette étude. J’associe à ce remerciement toutes les collectivités locales et les pisciculteurs d’Andapa pour leur guide et soutien pendant la collecte des données sur le terrain. Je leur suis reconnaissante de leur convivialité et de leur collaboration. J’adresse aussi mes chaleureux remerciements à : - Mes parents qui m’ont encouragée à étudier et pour les soutiens matériel et moral qu’ils m’ont prodiguée tout le long de mon cursus universitaire ; - A ma sœur et à toute ma famille et mes amis spécialement Hasimbahiny, pour leur aide, leur prière et leur soutien moral.

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RESUME

Actuellement, plus de 176 espèces de poissons dulçaquicoles appartenant à 37 familles de 82 genres ont été décrites et dont 78% sont endémiques. Ces poissons d’eau douce malgaches sont exposés à plusieurs pressions ; leur connaissance est encore insuffisante. Le but de cette recherche est de connaître le degré de fiabilité de la méthode de classification basée sur l’étude moléculaire et celle basée sur les caractères morphologiques. L’hypothèse est la suivante : les résultats issus de ces deux méthodes seraient différents. Des travaux de terrain sur vingt sites ont été menés depuis l’année 2011 pour collecter les échantillons. Les travaux de laboratoire pour le séquençage d'ADN ont été effectués en Allemagne en 2012 et 2013, tandis que l’analyse des séquences et l'étude morphologique ont été réalisées au Département de Biologie Animale en 2014 et 2015. Onze espèces appartenant aux trois genres de Cichlidés endémiques ressortent de l’étude génétique : Paratilapia polleni sensu stricto, Ptychochromis oligacanthus sensu stricto, Ptychochromis loisellei, Ptychohromis grandidieri, Paretroplus loisellei, Paretroplus polyactis, Paretroplus maculatus, Paratilapia sp. Nosy Be , Paratilapia sp. smallspots Est , Ptychochromis sp. Nosy be et Paretroplus sp. Lokoho ; dont les quatre dernières sont des nouvelles espèces. Paretroplus est un groupe frère de deux genres combinés Paratilapia et Ptychochromis . L’étude morphologique de 45 caractères sur 42 spécimens n’a pas permis de classifier correctement les trois genres. Les point-clés de la différenciation externe de ces espèces se trouvent sur les nageoires et la hauteur du corps. La systématique moléculaire est ainsi une méthode fiable et informative pour étudier l’évolution d’un taxon donné et le lien entre ses membres. Elle permet la découverte d’espèces nouvelles. La poursuite des recherches sur la diversité, la biologie, l’écologie et la répartition géographique des espèces combinées avec la génétique s’avère primordiale pour concevoir la mise en œuvre des stratégies de conservation.

Mots clés : ADN COI , Cichlidés, eau douce, endémique, Madagascar, morphométrie, Paratilapia, Paretroplus, Ptychochromis , phylogénie, systématique.

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ABSTRACT

Currently, more than 176 freshwater fish species belonging to 37 families of 82 genera have been described, in which 78% are endemics. Madagascan freshwater fishes are exposed to several pressures although knowledge on them is still insufficient. The purpose of this research is to determinate wether the two classification methods based on molecular study and on morphological characters give different results. The assumption is that the results from these two methods are different. Since 2011, fieldworks for collecting samples have been conducted on twenty sites. DNA sequencing laboratory work was conducted in Germany in 2012 and 2013; on the other hand the sequence processing and the morphological analysis were performed at the Département de Biologie Animale in 2014 and 2015. Eleven species belonging to three endemic genera of Cichlids emerge from the genetical study: Paratilapia polleni sensu stricto, Ptychochromis oligacanthus sensu stricto, Ptychochromis loisellei, Ptychohromis grandidieri, Paretroplus loisellei, Paretroplus polyactis, Paretroplus maculatus, Paratilapia sp. Nosy Be , Paratilapia sp. smallspots Est , Ptychochromis sp. Nosy be et Paretroplus sp. Lokoho. The last four species are new for the Sciences. Paretroplus is a sistergroup of the two combined genera Paratilapia and Ptychochromis . The morphological study of 45 characters on 42 specimens did not resolve correctly the genera classification. The key–points of external differentiation of these species are the fins and the body height. The results showed that the molecular systematic is a reliable and informative method for studying evolution of a taxon and the relationship between its members. New species can be determinate by genetic study. Continued research on diversity, biology, ecology and species distribution, combined with genetics, is paramount to design the implementation of conservation strategies.

Keys words : DNA COI, Cichlids, endemic, freshwater, Madagascar, morphometry , Paratilapia, Paretroplus, Ptychochromis, phylogeny , systematic.

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SOMMAIRE

REMERCIEMENT ...... i

RESUME ...... iii

ABSTRACT ...... iv

LISTE DES FIGURES ...... vii

LISTE DES TABLEAUX ...... vii

LISTE DES ABREVIATIONS ...... viii

LISTE DES ANNEXES ...... ix

GLOSSAIRE ...... x INTRODUCTION ...... 1 I- MATERIELS ET METHODES ...... 3 I.1. Présentation des sites d’étude ...... 3 I.2. Présentation des matériels biologiques ...... 6 I.2.1. Présentation des genres étudiés ...... 6 I.2.2. Matériels biologiques ...... 6 I.3. Travaux sur le terrain ...... 6 I.3.1. Etude des paramètres physico-chimiques ...... 6 I.3.2. Collecte des échantillons biologiques et opérations post-captures ...... 7 I.3.2.1.Technique de capture des poissons ...... 7 a- Capture à l’aide d’un filet maillant ...... 7 b- Pêche électrique ...... 8 c- Pêche à la ligne ...... 9 I.3.2.2.Préparation des spécimens capturés...... 9 I.4. Travaux au laboratoire ...... 10 I.4.1. Etude génétique ...... 10 I.4.1.1. Méthode d'identification moléculaire ...... 10 I.4.1.2. Analyse des séquences obtenues ...... 11 a- Contrôle de la qualité de chaque séquence ...... 11 b- Premier alignement et deuxième contrôle qualité ...... 11 c- Deuxième alignement ...... 12 d- Calcul de la distance génétique ...... 13 I.4.1.3. Construction d’un arbre phylogénétique ...... 13 I.4.2. Etude des caractères morphologiques et phénotypiques ...... 14 I.4.2.1. Etude des caractères externes ...... 14 I.4.2.2. Etude morphologique ...... 15 a- Mensurations et calcul des distances ...... 15 b- Comptages ...... 18 c- Analyse statistique ...... 18 Test de Mann-Whitney...... 19 Analyse des composantes principales ...... 20

v

II. RESULTATS ET INTERPRETATIONS ...... 22 II.1. Espèces collectées et étudiées ...... 22 II.2. Systématique moléculaire ...... 22 II.3. Caractères morphologiques et phénotypiques ...... 26 II.3.1. Systématique morphologique ...... 26 II.3.2. Caractères morphométriques et méristiques ...... 28 II.3.2.1. Résultats des mensurations et comptages ...... 28 II.3.2.2. Résultats des tests statistiques ...... 29 a- Test de Mann-Whitney ...... 29 - Entre les genres étudiés ...... 29 - Entre les espèces étudiées ...... 30 b- Résultats de l’Analyse des Composantes Principales ...... 32 II.4. Paramètres physico-chimiques des sites d’étude ...... 34

III. DISCUSSION ...... 35 III.1. Systématique ...... 35 III.1.1. Identités des espèces étudiées ...... 35 III.1.2. Similarités et différences entre la systématique moléculaire et la classification morphologique ...... 39 III.1.3. Systématique et évolution ...... 41 III.2. Qualité des habitats et préférence des espèces ...... 42 III.3. Menaces actuelles et actions de conservation entreprises ...... 43 III.4. Limites de la méthodologie et solutions adoptées...... 46

CONCLUSION ET RECOMMANDATIONS ...... 47

REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES ...... 49

WEBOGRAPHIE ...... 52

vi

LISTE DES FIGURES Figure 1 : Localisation des sites d’étude ...... 5 Figure 2 : Capture à l’aide d’un filet maillant ...... 8 Figure 3 : Utilisation d’une pêche électrique ...... 9 Figure 4 : Exemple de séquences d’ADN analysées avec CLC ...... 12 Figure 5 : Alignement des séquences d’ADN de 22 individus de Ptychochromis et Paratilapia dans MEGA ...... 13 Figure 6 : Différentes mensurations effectuées sur Paratilapia ...... 16 Figure 7 : Espèces étudiées ...... 23 Figure 8 : Arbre phylogénétique de 11 espèces endémiques de Cichlidés malgaches ...... 24 Figure 9 : Phylogramme issu de l’étude de 45 caractères de 42 individus de poissons ...... 27 Figure 10 : Scatterplot bivarié des spécimens des 10 espèces étudiées en fonction des deux facteurs de régression ...... 33 Figure 11 : Paretroplus polyactis et Ptychochromis grandidieri vendues au marché de Toamasina avec les cichlidés introduites ...... 45

LISTE DES TABLEAUX Tableau I : Sites d’étude ...... 4 Tableau II : Définition des paramètres mesurés en vue de profil ...... 16 Tableau III : Définition des paramètres mesurés en vue de face...... 17 Tableau IV : Présentation des espèces étudiées ...... 22 Tableau V : Tableau récapitulatif de la longueur standard et des caractères méristiques des espèces étudiées ...... 29 Tableau VI : Comparaison entre les trois genres : Ptychochromis , Paratilapia et Paretroplus ...... 29 Tableau VII : Différences morphologiques entre les trois espèces de Ptychochromis ...... 30 Tableau VIII : Différences morphologiques entre les trois espèces de Paretroplus ...... 31 Tableau IX : Facteurs issus de l’ACP et ses composantes principales ...... 32 Tableau X : Valeurs ponctuelles des caractéristiques physico-chimiques de 7 sites...... 34 Tableau XI : Identité concensuelle des espèces étudiées ...... 36

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LISTE DES ABREVIATIONS

°C : Degré Celsius ADN : Adénosine DésoxyriboNucléique AIC : Akaike Information Criterion APPA : Association des Producteurs Privés d'alevins d'Andapa COI : Cytochrome Oxidase sous unité I dDA : Distance entre la nageoire dorsale et la nageoire anale dO : Diamètre de l’œil dPcA : Distance entre la nageoire pectorale et la nageoire anale dPcPi : Distance entre la nageoire pectorale et la nageoire pelvienne dPiA : Distance entre la nageoire pelvienne et la nageoire anale GTR : General Time Reverscible GPS : Global Positioning System HA : Hauteur de la nageoire anale HC : Hauteur du corps HD : Hauteur de la nageoire dorsale HPc : Hauteur de la nageoire pectorale HPC : Hauteur du pédoncule caudal HPi : Hauteur de la nageoire pelvienne Ht : Hauteur de la tête LA : Longueur de la nageoire anale LB : Longueur de la bouche LD : Longueur de la nageoire dorsale LPc : Longueur de la nageoire pectorale LPC : Longueur du pédoncule caudal LPi : Longueur de la nageoire pelvienne LPosO : Longueur postorbitaire LPreA : Longueur préanale LPreD : Longueur prédorsale LPreO : Longueur préorbitaire LPrePc : Longueur prépectorale LPrePi : Longueur prépelvienne LS : Longueur standard Lt : Longueur de la tête LT : Longueur totale mg : Milligramme ml : Millilitre NCBI : National Center for Biotchnology Information NeLLa : Nombre d’écailles sur la ligne latérale NeLLaI : Nombre d’écailles sur la ligne latérale inférieure NeLLaS : Nombre d’écailles sur la ligne latérale supérieure NeLLo : Nombre d’écailles sur la ligne longitudinale NeO : Nombre d’écailles operculaires O2 : Dioxygène OTU : Operational Taxonomic Unit P. : Paratilapia Pe. : Paretroplus viii

pH : Potentiel hydrogène Pt. : Ptychochromis sl : Sensu lato sp : Espèce ss : Sensu stricto UPGMA : Unweighted Pair Group Method with Arithmetic mean

LISTE DES ANNEXES Annexe I : Liste des spécimens d’étude et lieux de collecte ...... I

Annexe II : Figures des différents matériels utilisés ...... III

Annexe III : Modèle d’une fiche de collecte ...... IV

Annexe IV : Désignations et codes des caractères morphologiques et phénotypiques ...... VI

Annexe V : Séquences issues de la Banque de gènes « GenBank » ...... VIII

Annexe VI : Distance génétique ...... IX

Annexe VII : Matrice codée des caractères morphologiques et phénotypiques ...... XIII

Annexe VIII : Matrice de distance des caractères morphologiques et phénotypiques ...... XIV

Annexe IX : Résultats du test de Mann-Whitney ...... XVIII

Annexe X : Choix des facteurs dans ACP ...... XX

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GLOSSAIRE

Arbre de consensus : c’est la topologie ayant la plus grande probabilité parmi tous les arbres construits dans l’analyse et ainsi se rapproche le plus de l’arbre exact possédant la meilleure classification des espèces.

Arbre non résolu : c’est un schéma phylogénétique ayant plus de deux branches partant de l’un de ses nœuds. Les caractères des individus n’indiquent pas une spéciation ni une évolution.

Caractère : c’est un signe, une particularité externe ou interne, présent chez un individu .

Caractère apomorphique : il s’agit d’un caractère 'nouveau' ou dérivé qui résulte d'une modification d'un caractère ancestral au cours de l'évolution.

Caractère méristique : il qualifie nombreuses structures en série du corps tels les myomères, les vertèbres, les rayons de la nageoire et les écailles.

Caractère plésiomorphique : ou caractère primitif ou ancestral. Ce type de caractère n’a subi aucune mutation et garde son état originel malgré l’évolution temporelle.

Clade : c’est un groupe incluant un ancêtre commun et tous les descendants de cet ancêtre. Il peut être synonyme de groupe monophylétique.

Etats de caractère : il s’agit des différents modes de représentation d’un caractère donné.

Groupe externe (ou outgroup) : il s’agit d’un taxon que l’on suppose a priori extérieur à l’ensemble des espèces que l’on se propose de classer. En systématique phylogénétique, les extra-groupes font partie des postulats de départ de toute activité classificatoire.

Groupe monophylétique : c’est un groupe d’organismes formant un clade dans lequel figure tous les descendants issus d’un ancêtre commun.

Groupe paraphylétique : regroupe une espèce ancestrale avec une partie de ses descendants et d’autres individus ne possèdant pas les caractères de cette espèce ancestrale.

Groupe polyphylétique : se dit d’un groupe d’êtres vivants n’ayant pas un ancêtre commun direct. Ce dernier est situé hors du groupe considéré. Le groupe en question serait composé de sous-groupes à ancêtres différents les uns des autres.

Groupes frères ou espèces sœurs (sister group) : au sein d’un échantillon donné, deux taxa sont qualifiés de frères lorsqu’ils partagent un ancêtre commun exclusif.

Holotype : il s’agit d’un spécimen de référence (conservé) qui a servi à décrire pour la première fois une espèce. Après chaque découverte d’une nouvelle espèce, elle devrait être décrite.

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Méthode « Unweighted Pair Group Method with Arithmetic mean » (UPGMA) : c’est une méthode de regroupement produisant des arbres ultramétriques enracinés utilisant les distances.

Modèle d’évolution « General Time Reverscible » (GTR) : c’est un modèle faisant intervenir les fréquences des bases. Il autorise des taux différents de substitutions.

Phylogramme : c’est un schéma (ou un dendrogramme) exprimant les liens phylogénétiques entre taxa et dont la longueur des branches est proportionnelle au nombre de changements évolutifs.

Site informatf : un site est phylogénétiquement informatif s’il y a au moins 2 nucléotides différents en ce site, chacun étant représenté dans au moins 2 des unités taxonomiques opérationnelles analysées.

Taux de couverture (en pourcentage) : c’est la proportion de la séquence à identifier et celle dans la base de donnée.

Topologie : forme d’un arbre phylogénétique tenant compte l’ordre de branchement de ses nœuds.

Valeur d’ « Akaike Information Criterion » (AIC) : s’agit d’une valeur estimative de la perte d’information lors d’un processus aléatoire de représentation d’un modèle donné afin de satisfaire le critère de parcimonie.

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INTRODUCTION

Madagascar possède l’un des plus remarquables biotes terrestres et aquatiques de notre planète en raison d’une histoire géologique particulière et d’un isolement précoce par rapport aux autres continents. Les eaux continentales malgaches sont reconnues par leur richesse en matière de diversité biologique (Elouard & Gibon, 2001). Les bassins fluviaux présents à Madagascar s’étendent sur plus de 3 000 km ; les lacs continentaux et littoraux ont une superficie totale d’environ 2 000 km 2 (Ranarijaona, 2001). Ces milieux jouent un rôle important dans l’écosystème en tant que biotopes de plusieurs types d’organismes tels les poissons, les oiseaux, les amphibiens, les crocodiles, les insectes et les plantes ; mais aussi en tant que source où l’homme s’approvisionne en aliments (Kiener, 1963). D’après de Rham et Nourissat en 2004, la Grande Ile abrite plus de 143 espèces de poissons dulçaquicoles appartennant à 21 familles et 54 genres, et dont 105 (66%) sont endémiques. Mais actuellement cette statistique a évolué, plus de 38 espèces endémiques ont été nouvellement décrites au cours de ces vingt dernières années. Malgré le fait que Madagascar fait partie des pays à priorité de conservation (Mittermeier et al., 1998), ses poissons d’eau douce sont encore exposés à plusieurs pressions, comme l’introduction d’espèces de poissons carnivores, la destruction des forêts, la surpêche, la transformation des habitats pour d’autres utilisations humaines et le manque de connaissance sur les poissons (CAMP, 2002). Si de nombreux vertébrés terrestres malgaches ont été étudiés en détail, les informations disponibles concernant les poissons indigènes d’eau douce de l’Ile sont très faibles bien qu’ils soient extrêmement menacés (Sparks & Stiassny, 2008). En dépit des références bibliographiques datées d’il y a 100 ans, il est remarquable de constater que les connaissances sur la majorité des poissons dulçaquicoles de Madagascar, par rapport aux évolutions qui se sont produites, présentent encore un déficit. La plupart des recherches effectuées sur ces poissons d’eau douce malgache sont à présent dépassées (Stiassny & Raminosoa, 1994 ; Sparks & Stiassny, 2008). Bref, minimes sont les informations et les connaissances actuelles sur la systématique et l’évolution des poissons dulçaquicoles de Madagascar, dont fait partie quelques genres de Cichlidés. Or, les pressions pesant sur ces genres ne cessent de s’accroître du jour au lendemain. La connaissance de la diversité, en particulier la richesse spécifique est un élément de base pour mieux connaître la biodiversité. De plus, ayant la capacité de distinguer une espèce des autres et sachant leurs exigences en terme de paramètres 1

écologiques, permettent d’avancer des stratégies de conservation pertinentes. Le présent travail qui se focalise sur des études morphologique et génétique de quelques espèces de Cichlidés endémiques de Madagascar, tend à enrichir les connaissances de la faune ichtyologique malgache. L’hypothèse de cette recherche s’annonce comme suit : «La classification résultant de l’étude génétique serait différente de celle issue de l’étude morphologique». Le principal objectif de l’investigation est de connaître le degré de fiabilité de la méthode de classification des espèces opérant sur les caractères externes (morphologiques et phénotypiques) par rapport à la méthode de classification génétique. Les objectifs spécifiques de cette étude consistent à : - Connaître les relations phylogénétiques des espèces appartenant aux trois genres endémiques de Cichlidés de Madagascar : Paratilapia , Ptychochromis et Paretroplus ; - Identifier la présence de nouvelles espèces ; - Déterminer la similarité ou la différence des deux processus de classification basés sur les caractères morphologiques et génétiques ; - Identifier les principaux caractères morphologiques permettant de distinguer les groupes étudiés. Pour mener à bien cette étude, le plan suivant est adopté. La première partie est consacrée à une brève présentation des sites d’étude et à la description des matériels utilisés et de la méthode adoptée. Les résultats et leurs interprétations sont présentés dans la deuxième partie. La dernière partie est rapportée à la discussion. Cette dernière est suivie de la conclusion et des recommandations.

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I- MATERIELS ET METHODES

I.1. Présentation des sites d’étude

L’étude a débuté par l’identification des différents sites existant à Madagascar qui pourraient héberger des Cichlidés endémiques, par l’intermédiaire des consultations bibliographiques. Après recoupement des données, les différentes localités (lacs, rivières, étangs) où se répartissent les espèces ont été listées puis visitées. Les descentes sur le terrain ont été effectuées depuis l’année 2011 jusqu’en 2014. Vingt localités ont fait l’objet de collecte des spécimens de Cichlidés endémiques (figure 1). Dans le tableau I, ces 20 sites ont été subdivisés en fonction de l’utilisation des spécimens collectés : - Quatre sites ont été des lieux de collecte des spécimens pour les études à la fois morphologiques et génétiques ; - Cinq sites ont été des lieux de collecte des spécimens pour les études morphologiques seulement, et - Onze sites ont été des lieux de collecte des échantillons pour les études génétiques seulement et dont les spécimens de poissons n’ont pas été ramenés au laboratoire. Pour une localisation plus précise, les coordonnées géographiques (longitude, latitude) ainsi que l’altitude de ces sites d’échantillonnage ont été relevées à l’aide d’un GPS de marque GARMIN GPS map 62s.

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Tableau I : Sites d’étude Altitude Période de Sites d'étude Localité Coordonnées géographiques (en m) visite (année) 1 Lac Ambalavato Nosy Be 13°18'09.3''S 048°14'04.6''E 9 2011

2 Lac Amparihibe Nosy Be 13°18'54.0''S 048°12'35.2''E 79 2011

3 Lac Anjavibe Nosy Be 13°17'40.4''S 048°13'34.8''E 29 2011

4 Lac Antsidihy Nosy Be 13°19'56.7''S 048°13'51.7''E 193 2011

5 Lac Antsahamanavaka Nosy Be - - -

6 Lac Bemapaza Nosy Be 13°19'01.4''S 048°14'04.4''E 247 2011

7 Lac 2 Nosy Be - - -

8 Ruisseau de Djabala Nosy Be 13°23'06.5''S 048°14'13.6''E 10 2011

9 Lac Antafia Maevatanana 17°01'26.7''S 046°45'35.6''E 60 2011

10 Rivière de Lokoho Andapa 12 2011 14°25'59.2''S 050°09'25.3''E 11 Manombo Manombo - - -

12 Etang de l' APPA Andapa 14°39'51.6''S 049°40'31.1''E 613 2013

13 Etang Antsahameloka Andapa 14°33'43.3''S 049°37'10.7''E 559 2013 Canal des Pangalanes, 14 Toamasina 18°09'54.8''S 049°24'08.7''E 2 2014 Embouchure Canal des Pangalanes, 15 Toamasina 18°09'54.8''S 049°24'08.7''E 2 2014 Tapakala Rivière 16 Toamasina 18°16'49.4''S 049°20'05.3''E 5 2014 Amboditandroho 17 Canal des Pangalanes Brickaville 18°57'23.6''S 049°06'27.9''E 7 2014

18 Canal des Pangalanes Ambila - - -

19 Rivière à Maroantsetra Maroantsetra - - -

20 Rivière de Nosivolo Marolambo - - -

: lieu de collecte des spécimens pour des études morphologiques et génétiques ;

: lieu de collecte des spécimens pour des études morphologiques seulement ;

: lieu de collecte des spécimens pour des études génétiques seulement ;

- : absence de données.

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Nosy Be

Andapa

Maevatanana

Toamasina

s

e n

a l

a

g

n Marolambo a

P

s

e

d

l

a

n

a

C

Manombo

Figure 1 : Localisation des sites d’étude (Source : Google earth)

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I.2. Présentation des matériels biologiques I.2.1. Présentation des genres étudiés Pour cette étude, le choix des échantillons s’est focalisé sur les genres endémiques appartenant à la famille des Cichlidés de Madagascar. Trois genres ont été pris en compte : Paratilapia , Ptychochromis et Paretroplus . D’après Nelson (2006), la classification de ces poissons est la suivante : REGNE : ANIMAL PHYLUM : CHORDATA SOUS-PHYLUM : CRANIATA SUPERCLASSE : GNATHOSTOMA CLASSE : ACTINOPTERYGII SOUS-CLASSE : NEOPTERYGII INFRA-CLASSE : TELEOSTEI SUPERORDRE : ACANTHOPTERYGII ORDRE : PERCIFORMES SOUS-ORDRE : LABROIDEI FAMILLE : CICHLIDAE GENRES : Paratilapia, Paretroplus, Ptychochromis

I.2.2. Matériels biologiques Les différentes espèces collectées appartenant aux trois genres ci-dessus sont présentées dans la partie «Résultats». Les matériels biologiques utilisés au cours de cette étude sont de deux types : - les corps en entier des individus collectés (au nombre de 42), qui ont été des matériels d’étude morphologique; - une petite portion de la nageoire pectorale de chaque individu des espèces étudiées, servant d’échantillon génétique pour l’étude moléculaire. Au total, 42 tissus ont été utlilisés. Chaque individu (dans le cas où il a été raméné au laboratoire) et l'échantillon génétique possèdent un même numéro qui leur est spécifique. Ce numéro est composé d’un sigle (exemple RDR qui est l’abréviation du nom Roger Daniel Randrianiaina) suivi d’un nombre correspondant au rang de la collecte du spécimen.

I.3. Travaux sur le terrain

I.3.1. Etude des paramètres physico-chimiques Pour cette étude, quelques paramètres de l’eau ont été mesurés dans le but d’avoir une idée sur la tolérance et les milieux appréciés par les espèces de poissons étudiées. La prise de

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mesure a été faite à la fin des captures des poissons dans une station donnée. L’heure de chaque prise a été aussi notée. Cinq paramètres physico-chimiques ont été étudiés : la température, le pH, la conductivité, les ions minéraux et l’oxygène dissous. Quatre de ces paramètres ont été relevés dans l’eau à l’aide d’un seul appareil qui est un testeur Hanna Combo pH & EC (photo en Annexe II): - la température de l’eau (°C) : avec une précision de 1/10°C et dont la plage de mesure est de 0 à 60°C ; - le pH variant de 0 à 14 et dont un intervalle de mesure vallant 0,01 ; - la conductivité (en µs/cm) dont la valeur varie de 0 à 3999 microsiemens/cm ; - la valeur de la quantité des ions minéraux dans l’eau est aussi donnée par l’appareil ; l’unité est le mg/l et qui est comprise entre 0 à 2000 mg/l.

La concentration de l’O 2 dissous a été obtenue grâce à l’utilisation d’un TMT-519 (photo en Annexe II) à 0,1% de précision. La température de l’eau a été donnée par ce même appareil, et dont la précision est de 1/10°C. Seuls les sites de collecte visités par l’auteur ont fait l’objet d’une prise en totalité de ces paramètres abiotiques. Pour les autres sites, la mesure des facteurs physico-chimiques de l’eau n’a été effectuée que partiellement par les mêmes appareils.

I.3.2. Collecte des échantillons biologiques et opérations post-captures

I.3.2.1.Technique de capture des poissons Plusieurs types d’engins de pêche ont été utilisés lors de cette étude, à savoir : le filet maillant, la pêche à la ligne et la pêche électrique. Leur usage est en fonction des milieux de capture. Pour les eaux peu profondes, le filet maillant et la pêche électrique ont été utilisés ; par contre dans les eaux profondes, la technique adoptée a été la pêche à la ligne.

a- Capture à l’aide d’un filet maillant Ces filets, fabriqués à l’aide de corde en nylon, sont d’une dimension voisine de 3,5m x 2m. La taille des mailles est de 40 mm. Cet engin de pêche a été utilisé dans le Centre de l’APPA à Andapa et dans l’étang à Antsahameloka (figure 2). Une personne se place sur un côté du filet et une autre personne sur le côté opposé. Ensuite, ces deux personnes tiennent chacune les 2 bords situés sur les côtés où elles se trouvent, enfoncent le filet dans l’eau en se déplaçant à travers l’étang, puis le remontent et enfin y prélèvent les poissons capturés.

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Figure 2 : Capture à l’aide d’un filet maillant (Photos : Randrianiaina, 2013) a : Filet maillant tenu par un utilisateur au centre de l’APPA ; b : Capture à l’aide d’un filet maillant dans l’étang d’Antsahameloka.

b- Pêche électrique L’appareil utilisé est un DEKA 3000 Lord année 2002 (Annexe II), avec 12 Volts de tension, d’une intensité de 7,6 Ampères et d’une puissance de 72 Watts. La tension de sortie varie de 250 à 600 Volts. La source de démarrage ainsi que l’unité de contrôle sont transportées par l’opérateur (figure 3). La cathode est plongée directement dans l’eau tandis que l’anode est tenue à la main par l’opérateur dont il contrôle la mise en marche et l’arrêt. L’appareil en marche émet un courant électrique dans l’eau, les poissons se trouvant dans la périphérie de l’anode, électrocutés mais toujours en vie, flottent sur la surface de l’eau et sont ensuite capturés rapidement par les assistants qui se munient d’une épuisette chacun. Il est à noter que la valeur de la tension électrique diminue en s’éloignant de la source d’émission. Ainsi, les poissons plus éloignés sont moins atteints par rapport aux autres poissons plus proches. Son usage a été fait dans les rivières très peu profondes, avec une profondeur maximale de 1 mètre. Toutes personnes effectuant la capture doivent porter une combinaison imperméable à l’eau ou « waders » et qui est un isolant électrique. Les poissons une fois capturés ont été sélectionnés, seuls les individus qui sont nouvellement collectés ou encore en faible quantité et intéressants pour l’étude ont été retenus.

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Figure 3 : Utilisation d’une pêche électrique (Photo : Randrianiaina, 2012)

c- Pêche à la ligne La canne à pêche est l’instrument de pêche utilisé. Elle est composée d’un bâton rigide à extrémité souple (tige de bambou ou de roseau), plus ou moins long, sur lequel ont été attachés une ligne et un appât pour attirer les poissons. Les appâts utilisés sont les vers de terre. Cet engin de pêche a été utilisé lors des captures dans les lacs de Nosy Be qui sont très profonds et dont cet instrument de pêche est le seul autorisé.

I.3.2.2.Préparation des spécimens capturés Après la fin de chaque capture pour une station donnée, une prise de photo sur chaque individu de poisson, en vue latérale gauche, la face encore intacte car non utilisée pour le prélèvement génétique, a été effectuée. L’individu a été placé dans un aquarium rempli d’eau et le tout est placé dans un endroit où la luminosité est bonne pour la photographie. Ces photos permettent une observation ultérieure des caractéristiques phénotypiques des poissons capturés même si d’éventuelles transformations pourraient survenir lors de la conservation. Après la photographie, chaque spécimen a été muni de deux étiquettes portant chacun un numéro : une étiquette RDR portant le numéro de terrain et une étiquette UADBA pour une collection du Département de Biologie Animale. 9

Une fois les poissons photographiés et étiquetés, une petite portion (correspondant à 1g) de la nageoire pectorale droite a été prise pour servir d’échantillon lors de la détermination génétique du specimen. Chaque tube de conservation de l’échantillon, contenant de l’alcool 90°, est spécifique à chaque individu collecté et porte le même numéro que celle de l’étiquette. Enfin, pour la préservation des spécimens de poissons capturés, une solution de formol à 10% a été utilisée. Cela permet une conservation en taille et en forme de tous les éléments constitutifs de chacun de ces spécimens.

I.4. Travaux au laboratoire Cette étude consiste à compiler les données en utilisant l’échantillon de poisson dans le laboratoire de Biologie des Populations Aquatiques (LBPA) au Département de Biologie Animale à l’Université d’Antananarivo – Madagascar d’une part et les échantillons de tissus de poissons au Zoological Institute, Technical University of Braunschweig - Allemagne, d’ autre part.

I.4.1. Etude génétique

I.4.1.1. Méthode d'identification moléculaire Les travaux de laboratoire concernant l'identification moléculaire ont été effectués par Dr. Randrianiaina Roger Daniel et Prof. Dr. Vences Miguel à l'Université Technique de Braunschweig en 2012 et à l'Université Ludwig-Maximilians de Munich en Allemagne en 2013. Ces travaux se déroulent en trois étapes : l'extraction, l'amplification et le séquençag e de l'ADN. L'ADN génomique total a été extrait des échantillons de tissus à l'aide de la digestion de protéinase K d'une concentration de 10 mg/ml, suivi d'un protocole d'extraction de sel standard selon Bruford et al. (1992). Un fragment d’ADN mitochondrial, d'environ 700 paires de bases, de la Cytochrome Oxidase sous unité I (COI) a été amplifié en utilisant les amorces développés par Hebert et al. (2004), Ward et al. (2005) et Ivanova et al. (2006, 2007). La COI a été choisie en raison (1) de la disponibilité des amorces qui fonctionnent aisément pour les vertébrés (poissons inclus), et (2) de l'existence d'une base de données moléculaires énorme facilitant la comparaison des séquences obtenues. Les produits de PCR (Polymerase Chain Reaction) ont été séparés sur un séquenceur d'ADN automatisé ABI 3130XL à l'Université Technique de Braunschweig et ABI 3730 à l'Université Ludwig-maximilians de Munich.

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I.4.1.2. Analyse des séquences obtenues Après l’acquisition des 42 séquences d’ADN qui ont été enregistrés sur des fichiers de type ab1, plusieurs étapes de reconstruction ont été effectuées par l’auteur en cette année 2015. Ces 42 séquences correspondent à celles des 41 specimens de Cichlidés et une séquence du groupe externe. Ce goupe à part n’appartient pas aux Cichlidés mais n’est pas très éloigné de ces derniers (WilliHennig, 1950). Les étapes de reconstruction sont primordiales pour la préparation à la construction d’un arbre phylogénétique. a- Contrôle de la qualité de chaque séquence Tous les fichiers ab1 au nombre de 42 correspondant chacun à une séquence donnée, ont été ouverts avec le logiciel CLC Main Workbench 6.8.2 (http://www.clcbio.com.). Le but de cette analyse est de contrôler la qualité des séquences d’ADN. Ce contrôle a été possible grâce à la disponibilité des électrophorégrammes et des diagrammes en bâtons (figure 4). Le procédé de contrôle consiste à observer la qualité de l’électrophorégramme (voir si les pics sont bien nets ou s’il existe des chevauchements entre les pics), à détecter les erreurs (vérifier si chaque pic correspond bien à la base mentionnée dans la séquence) et à rectifier les anomalies rencontrées (par élimination ou substitution ou insertion d’une nouvelle base). Les portions au début et à la fin d’une séquence où chacun des pics ne sont pas bien distinguables (existence de plusieurs chevauchements) induisant à une incertitude ont été supprimées. Pour chaque séquence, les portions coupées devraient être de même taille pour faire en sorte que le nombre de bases restant soit égal. b- Premier alignement et deuxième contrôle qualité En utilisant toujours le même logiciel CLC, après élimination des mauvaises portions, les séquences ont été alignées. Le but est de faire en sorte que la séquence de chaque espèce débute à un même niveau pour faciliter le deuxième contrôle qualité. Ce deuxième contrôle consistait à observer la succession une à une des bases pour des espèces voisines et à détecter les sites informatifs. Ces derniers sont des sites qui ont au moins deux nucléotides différents, représentés chacun par au moins 2 exemplaires. La figure 4a présente une portion de la séquence d’ADN se situant entre les bases 193 et 265 de quelques individus appartenant au genre Ptychochromis . Les pics sur l’électrophorégramme sont bien nets et le niveau des histogrammes est élevé. La figure 4b montre d’autres portions de séquence d’ADN des individus de Paretroplus polyactis . La présence des pics qui se chevauchent et le niveau très bas de l’histogramme montrent une mauvaise qualité de cette portion.

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Séquence de bases Histogramme de qualité

Electrophoregramme

(a)

(b)

Figure 4 : Exemples de séquences d’ADN analysées dans CLC. (a) : Séquences d’ADN de Ptychochromis de bonne qualité – (b) : Séquences d’ADN de Paretroplus de mauvaise qualité

c- Deuxième alignement Le résultat de l’alignement dans CLC a été ensuite enregistré sous un fichier de type fasta, puis ouvert à l’aide du logiciel MEGA ou Molecular Evolutionary Genetics Analysis version 6.0 (Tamura et al. 2013). La commande du logiciel a été utilisée pour réaliser un alignement des séquences et ainsi pour obtenir les mêmes sites sur un même niveau. Une dernière vérification des erreurs a été réalisée en se basant sur les sites informatifs indiqués par l’absence d’un astérisque (*) (figure 5). Le travail de vérification a été fait à la fois dans MEGA et CLC en même temps. Pour un site donné où les bases des espèces voisines sont différentes, une vérification des pics de l’électrophorégramme a été faite. Si une erreur a été rencontrée, une correction de la base a été effectuée. Une recherche de l’identité de toutes les séquences étudiées et alignées, a été effectuée dans « GenBank » qui correspond à une banque de séquences d’ADN (ou de gènes) de tous les organismes vivants déjà décrits. Une recherche en ligne de NCBI nucleotide blast (http://www.ncbi.nlm.nih.gov/.), suivie d’une insertion de la séquence à analyser ont été réalisées. Le résultat de cette recherche donne l’espèce la plus proche de celle analysée avec une précision du taux de similarité entre-elles; la séquence de

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celle-ci a été utilisée pour la construction de l’arbre phylogénétique. Au total, 9 séquences de GenBank ont été ajoutées aux 42 séquences d’ADN identifiées.

Sites informatifs

Séquence de bases

Figure 5 : Alignement des séquences d’ADN de 22 individus de Ptychochromis et Paratilapia dans MEGA

d- Calcul de la distance génétique Pour calculer la distance génétique, l’alignement obtenu dans le logiciel MEGA a été utilisé. Le calcul est basé sur la méthode p-distances consistant à estimer le nombre de substitutions nucléotidiques puis à calculer la proportion entre les sites ayant des différences et le nombre total de sites (WilliHennig, 1950).

I.4.1.3. Construction d’un arbre phylogénétique Construire des arbres phylogénétiques exige la compréhension des principes de l’évolution moléculaire. Les changements observés sur un site donné sont causés par des mutations (transition ou transversion). La qualité d’un modèle évolutif est liée à la qualité de la représentation des changements (Zvelebil & Baum, 2007). Pour ce faire, le fichier de type fasta du résultat de l’alignement MEGA est ouvert avec le logiciel j-Model test 2.1.7. Son principe est d’avoir un ∆AIC égal à 0 (Akaike, 1974). Le logiciel Mr Bayes 3.2 est ensuite utilisé pour obtenir un arbre de consensus. Le type de fichier compatible à ce logiciel est le nexus. Ainsi une transformation du fichier de type fasta en nexus a été effectuée en ligne (http://www.sequenceconversion.bugaco.com/.) en utilisant le fichier de type fasta et le résultat du modèle d’évolution qui est le « GTR + G » (pour servir de commande). Le fichier nexus obtenu a été par la suite ouvert avec le logiciel

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Mr Bayes. Le premier processus dans ce logiciel consiste à un paramétrage. Il s’agit de spécifier des paramètres nécessitant une précision comme : le nombre de générations qui signifie le nombre d’arbres à construire (pour l’étude = 2 millions de générations signifiant que le logiciel va construire 2 millions d’arbres différents par la méthode de « bootstrap »), la fréquence d’échantillonnage (égale à 100 signifiant qu’à chaque 100 arbres construits, un arbre pris au hasard constitue le résultat) et le taux d’ignorance (ici = 0,25, ceci signifie que l’analyse ignore 25% des 2 millions d’arbres considérés comme de mauvaise qualité). Après ce premier processus, la commande mcmc ou logarithme de Markov test de Monte Carlo a été lancée. Pour avoir une idée sur la qualité de l’analyse à la fin des 2 millions de générations, une vérification a été effectuée dans le logiciel Tracer. De ce logiciel ont été ouverts les résultats issus de Mr Bayes ; une image (trace file) montrant la qualité de l’analyse a été par la suite obtenue. Lorsque celle-ci est sous forme d’un plateau (signifiant que la phase exponentielle n’est plus présente), le graphe est plus ou moins constant oscillant autour d’une même valeur. L’arbre qui en ressort est fiable et le nombre de générations considéré est juste. Enfin, la première analyse a été stoppée lorsque la valeur moyenne standard de la fréquence donnée dans le résultat de Mr Bayes est proche de 0 (Akaike, 1974). La commande utilisée a été de compacter les 5% des 20 000 arbres obtenus (ce qui équivaut à 1 000 arbres) et de donner l’arbre correspondant. L’arbre de consensus est obtenu par une exploration de ces 1000 topologies alternatives suivie d’une sélection de celle ayant la plus grande probabilité. Ce dernier processus termine la construction de l’arbre phylogénétique. Le résultat final obtenu de Mr Bayes, sous forme de fichier nexus, a été ouvert avec le logiciel Figtree version 1.4.2. Dans ce logiciel, des rotations ont été faites pour faciliter l’interprétation et apprécier la direction de l’évolution. Une option permettant d’apprécier le taux de relation (en %) entre les branches de l’arbre final a été a été utilisée ; ainsi le degré de lien existant entre les espèces étudiées est connu.

I.4.2. Etude des caractères morphologiques et phénotypiques Les études morphologiques qui en suivent ont été faites au LPBA.

I.4.2.1. Etude des caractères externes Pour étudier les caractères externes, la méthode de Dyer & Chernoff (1995) a été utilisée. Une liste des caractères à observer et des états de caractères correspondant, a été

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élaborée avant le début des manipulations au laboratoire. Le choix des caractères a été basé sur les caractéristiques de la famille des Cichlidés proposés par Paugy et al. (2007). Au total, 45 caractères ont été étudiés. Après avoir choisi les caractères, un codage des états de caractère a été fait. Le mode de codage prend en compte l’état de caractère qui est primitif. Ainsi ce dernier a été codé de 0, et le codage évolue en fonction de la dérivation de l’état des caractères (un état caractère encore peu dérivé est codé du chiffre 1 et un autre qui est plus évolué est codé de 2 et ainsi de suite). Un seul code est attribué à chaque état de caractères. Les caractères, les états de caractère et leurs codes correspondant sont listés en Annexe IV. Les données saisies dans Excel ont été ensuite compilées en une matrice de données copiée dans un fichier bloc note. La matrice ainsi obtenue (Annexe VII) a été traitée dans un logiciel spécifique en ligne (http://www.genomes.urv.cat/UPGMA/index.php.), le DendroUPGMA (Vallve et al., 1999). Le programme calcule une matrice de similitude, puis transforme les coefficients de similitude en distances et fait grouper les taxa deux à deux en utilisant la méthode de groupe de paire d’UPGMA (Unweighted Pair-group Method with Arithmetic mean). Pour cette étude, le coefficient utilisé est le RMSD ou Root-Mean-Square- Distance, une méthode robuste pour évaluer la signification statistique de la différence entre deux valeurs. L’output obtenu a été copié dans un fichier bloc note. Cet output a été inséré par la suite dans le logiciel FigTree version 1.4.2. Enfin, dans ce dernier, le «phylogramme» ou arbre avec échelle de distances a été construit.

I.4.2.2. Etude morphologique D’après Helfman (2007), pour n’importe quelle classification employée, l’étude des caractères est nécessaire pour différencier les taxa et d’obtenir leurs interrelations. Après la construction du phylogramme, des mensurations de 42 spécimens de poissons suivies d’un comptage des caractères méristiques sur ces mêmes specimens, ont été effectués. a- Mensurations et calcul des distances Les caractères morphométriques se réfèrent surtout aux structures mesurables. La mensuration des 26 paramètres étudiés a été effectuée à l’aide d’un pied à coulisse D20TN Mitutoyo (Annexe II) de 200 mm de longueur et dont la précision est de 0,02 mm. Ces paramètres font référence à ceux proposés par Paugy et al. (2007) pour les études des Cichlidés, puis adaptés selon les besoins de l’auteur. Toutes les mensurations effectuées sur la

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face latérale du poisson ont été prises dans la partie gauche. La figure 6 montre les paramètres morphométriques sur la partie latérale d’un poisson.

Figure 6 : Différentes mensurations effectuées sur Paratilapia (Source photo : Randrianiaina, 2013 ; Type de mensuration : Paugy et al., 2007) Dans ce qui suit, une brève définition des 26 caractères mesurés dont 22 ont été mesurés sur la face latérale (Tableau II) et quatre ont été mesurés en vue de face (Tableau III). Tableau II : Définition des paramètres mesurés en vue de profil Sigle Désignation Définition dO Diamètre de l’œil diamètre horizontal de l’œil longueur du plus long rayon de la nageoire anale depuis la base jusqu’à son HA Hauteur de la nageoire anale extrémité supérieure HC Hauteur du corps hauteur verticale maximale du poisson, nageoires non comprises longueur du plus long rayon de la nageoire dorsale depuis la base jusqu’à HD Hauteur de la nageoire dorsale son extrémité supérieure

longueur depuis l’articulation du premier rayon jusqu’à l’extrémité du plus Hauteur de la nageoire HPc pectorale long rayon de la nageoire pectorale

HPC Hauteur du pédoncule caudal hauteur verticale minimale du pédoncule caudal Hauteur de la nageoire longueur depuis l’articulation du premier rayon jusqu’à l’extrémité du plus HPi pelvienne long rayon de la nageoire pelvienne 16

Ht Hauteur de la tête hauteur verticale maximale de la tête Longueur de la base de la distance horizontale maximale mesurée entre les deux extrémités de la LA nageoire anale nageoire anale distance horizontale de l’extrémité antérieure de la bouche jusqu’à sa limite Longueur de la bouche LB postérieure

Longueur de la base de la distance horizontale maximale mesurée entre les deux extrémités de la LD nageoire dorsale nageoire dorsale Longueur de la base de la distance mesurée entre les deux extrémités de la nageoire pectorale, selon LPc nageoire pectorale son mode d’insertion distance horizontale prise du bord postérieur de la nageoire anale (ou dorsale LPC Longueur du pédoncule caudal si celle-ci s’étend plus en arrière) à la base de la nageoire caudale distance horizontale maximale mesurée entre les deux extrémités de la LPi Longueur de la base de la nageoire pelvienne nageoire pelvienne distance horizontale du bord postérieur de l’œil jusqu’au bord postérieur de Longueur postorbitaire LPosO l’opercule

distance horizontale entre l’extrémité antérieure du museau et l’articulation LPreA Longueur préanale du premier rayon de la nageoire anale distance horizontale entre l’extrémité antérieure du museau et l’articulation LPreD Longueur prédorsale du premier rayon de la nageoire dorsale

distance horizontale de l’extrémité antérieure de la bouche jusqu’au bord LPreO Longueur préorbitaire antérieur de l’œil distance horizontale entre l’extrémité antérieure du museau et l’articulation LPrePc Longueur prépectorale du premier rayon de la nageoire pectorale distance horizontale entre l’extrémité antérieure du museau et l’articulation Longueur prépelviennne LPrePi (préventrale) du premier rayon de la nageoire pelvienne (ventrale) distance horizontale entre l’extrémité antérieure du museau et la base (ou LS Longueur standard articulation) de la nageoire caudale distance horizontale entre l’extrémité antérieure du museau et l’extrémité LT Longueur totale postérieure de la nageoire caudale distance horizontale entre l’extrémité antérieure du museau et le bord Lt Longueur de la tête postérieur de l’opercule

Tableau III : Définition des paramètres mesurés en vue de face Sigle Désignation Définition

distance maximale de la bouche allant d’une face latérale vers l’autre face à Largeur de la bouche lB l’opposé lC Largeur du corps distance maximale entre les deux faces latérales de la partie ventrale du poisson lIO Largeur interorbitaire longueur minimale entre les orbites lt Largeur de la tête distance maximale entre les deux faces latérales de la tête

Quatre distances entre les insertions des différentes nageoires ont été calculées après l’obtention des valeurs lors des mensurations : - distance entre la nageoire pelvienne et la nageoire anale (dPiA) qui est égale à la différence entre LPreA et LPrePi ;

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- distance entre la nageoire pectorale et la nageoire anale (dPcA) qui est égale à la différence entre LPreA et LPrePc ; - distance entre la nageoire pectorale et la nageoire pelvienne (dPcPi) qui est égale à la différence entre LPrePc et LPrePi, en valeur absolue ; - distance entre la nageoire dorsale et la nageoire anale (dDA) qui est égale à la différence entre LPreA et LPreD. b- Comptages Les caractères méristiques correspondent aux myomères (ségmentation du corps), comme le nombre de rayons des nageoires. Mais actuellement, ce caractère est aussi associé au nombre d’écailles, à celui d’épines branchiales, etc. Pour cette étude, un comptage à l’œil nu ou sous une loupe binoculaire, des rayons des nageoires (dorsale et anale) et d’écailles le long des lignes longitudinale, latérale et sur l’opercule a été effectué. Au total, 8 caractères ont été comptés : - le nombre de rayons durs de la nageoire dorsale (nommé dorsal dur), puis celui des rayons mous (nommé dorsal mou) de ce même nageoire. Le comptage des rayons de la nageoire anale a été fait de la même manière ; - le nombre d’écailles sur la ligne longitudinale (NeLLo) correspondant au nombre d’écailles percées le long de la ligne, allant de l’opercule jusqu’à la base de la nageoire caudale. - le nombre d’écailles en ligne latérale (NeLLa) s’agissant du nombre d’écailles percées comptées le long de la ligne latérale, de l’opercule jusqu’à la base de la nageoire caudale. Cette ligne latérale représente l'organe sensoriel du poisson. En fait le support du système nerveux s'extériorise par une ligne d'écailles perforées où aboutissent des terminaisons nerveuses. Si la ligne latérale est incomplète, le nombre d’écailles est compté de la même façon mais en ligne longitudinale. Lorsque deux lignes latérales sont présentes, le nombre d’écailles percées le long de la ligne latérale supérieure (NeLLaS), de l’opercule à la dernière écaille perforée et celui de la ligne latérale inférieure (NeLLaI) de la première écaille percée jusqu’à la dernière écaille perforée se trouvant à la base de la caudale ont été comptées ; - le nombre d’écailles se trouvant sur l’opercule (NeO) a été aussi compté.

c- Analyse statistique Les analyses statistiques des données ont été effectuées sur SPSS ou Statistical Package for the Social Sciences version 17.00. Pour cette étude le test de Mann-Whitney et l’ACP ont

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été utilisés pour analyser les données issues de l’étude des paramètres morphométriques et méristiques. ∂ Test de Mann-Whitney (Scherrer, 1984) Le test de Mann-Whitney est un test non paramétrique. Ce test cherche à vérifier si les éléments de deux groupes, classés par ordre croissant sur une même échelle ordinale, occupent des positions (rangs) équivalentes révélant ainsi la similitude des deux distributions. Pour cette étude, le but est de savoir lesquels des paramètres permettent de distinguer deux groupes ; en d’autres termes, les deux groupes présentent-ils les mêmes caractères morphologiques étudiés ; si non par quels paramètres ils se distinguent ? Le test a été effectué en utilisant des valeurs relatives pour les paramètres morphométriques (paramètres variables en fonction de l’âge) et des valeurs exactes pour les caractères méristiques (paramètres de valeurs plus ou moins constantes quel que soit l’âge considéré). L’utilisation des valeurs relatives pour les paramètres morphométriques est fondamentale pour avoir des données standardisées sachant que l’opération effectuée s’agit d’un classement. Comme la longueur standard du corps du poisson est considérée comme une valeur standard, ce paramètre est utilisé dans la standardisation des données. Ce procédé de standardisation se fait par la division de chaque paramètre morphométrique d’un poisson donné par la longueur standard de son corps. Par exemple, la valeur relative du diamètre de l’oeil d’un spécimen de poisson notée rel dO est obtenu en divisant le diamètre de l’oeil (dO) par la longueur standard de son corps (LS). Pour cette étude, la question qui se pose est : Est-ce qu’il y a une différence entre les paramètres morphologiques des deux groupes (genre ou espèce) à comparer ? Ceci conduit à poser deux hypothèses : l’hypothèse principale (ou nulle) H 0 et l’hypothèse alternative H 1, qui s’énoncent comme suit :

H0 : les deux groupes n’ont pas de différence sur les paramètres morphologiques étudiés (les deux groupes sont les mêmes) ;

H1 : Les deux groupes ont une différence sur les paramètres morphologiques. Ce test est fondé sur la variable U de Mann-Whitney. Il consiste à classer les éléments des deux échantillons par ordre croissant, puis à calculer U1 et U2 qui correspondent au nombre de fois qu’un élément du deuxième groupe précède un élément du premier et réciproquement. Si des éléments des deux échantillons ont la même valeur, ils occupent le même rang.

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La règle de décision dépend du nombre n1 et n2 de l’échantillon de chaque groupe à comparer. Cette règle est la suivante :

Pour les grands échantillons : n1 ou n2 > 20

Le test est significatif (H 0 est rejetée) pour | Zcal | ≥ Z table ;

Le test est non significatif (H0 est acceptée) pour | Zcal | < Ztable ; avec Z table = 1,64 pour α = 0,05.

Pour les petits échantillons : n1 > 9 ou n2 < 20

Le test est significatif (H 0 est rejetée) pour U cal ≤ U table où la probabilité α = 0,05 ;

Le test est non significatif (H0 est acceptée) pour Ucal > Utable où la probabilité α = 0,05 ;

Utable se lit directement dans la table des valeurs critiques de U pour le test bilatéral suivant les valeurs de n1 et n2.

Pour les très petits échantillons : n1 et n2 < 8

Le test est significatif (H 0 est rejetée) pour 2P (U obs ) ≤ α ;

Le test est non significatif (H0 est acceptée) pour 2P (U obs ) > α;

P(U) se lit directement dans la table des valeurs critiques de U d’après les valeurs de n1, n2 et U. ∂ Analyse des composantes principales L'analyse en composantes principales (ACP) est une technique multivariée dite d’interdépendance, car il n’y a pas de variable dépendante ou indépendante identifiée au préalable. Une autre caractéristique importante de l'ACP est qu’il n’y a pas d’hypothèse nulle à tester ni à vérifier. Elle n’est pas utilisée pour faire des tests statistiques, mais pour faire une description des variables caractérisant chaque individu. Elle permet de comprendre la structure d’un ensemble de variables (voir quelles variables sont associées), de combiner les variables étudiées sous forme de facteurs (réduction en nombre des variables) et d’extraire tous les facteurs en ne maintenant que ceux (contenant les composantes principales) qui sont les plus influents. Le choix de son utilisation pour cette étude est expliqué par l’existence de plusieurs variables à étudier. Le but est de réduire la taille de ces variables en condensant les informations contenues à l’intérieur de ce grand nombre de variables en un ensemble restreint de nouvelles dimensions (facteurs) ; et aussi de savoir lesquels de ces facteurs possèdent une grande variation parmi les individus étudiés et lesquels permettent de regrouper les individus appartenant à une même espèce. Bref, cette analyse permet d'expliquer une grande partie de la variance avec un minimum de facteurs. D’après Hair et al. (1998), les principales étapes à effectuer sont :

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- faire une rotation des facteurs pour simplifier la matrice corrélationnelle entre les facteurs et les variables. La rotation des facteurs consiste à faire pivoter virtuellement les axes des facteurs autour du point d’origine dans le but de redistribuer plus équitablement la variance à expliquer. Comme les facteurs sont indépendants, la rotation choisie est la rotation orthogonale Varimax ; - prendre chaque variable (ou item) en commençant par la première et d’identifier sur la ligne le poids le plus élevé (en valeur absolue). Pour des échantillons de moins de 100 individus, la valeur absolue de 0,30 est le poids minimum qu’une variable peut avoir pour être considérée significative. Pour le cas où d’autres poids significatifs (plus de 0,30) sont présents sur une même ligne, les variables qui en possèdent sont exclues de la matrice ; - attribuer un nom consensuel aux variables de chaque facteur retenu. La condition est que les variables associées appartiennent à un même champ lexical.

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II. RESULTATS ET INTERPRETATIONS

II.1. Espèces collectées et étudiées Au total, douze espèces ont été recensées. Toutes ces espèces sont endémiques de Madagascar ; onze d’entre elles appartiennent aux trois genres de la famille des Cichlidés. L’espèce Pachypanchax omanolotus utilisée comme outgroup appartient à la famille des Aplocheilidés. Le Tableau IV permet d’avoir de plus amples informations les concernant et les illustrations photographiques de ces espèces se trouvent dans la Figure 7. Tableau IV: Présentation des espèces étudiées Espèce Descripteur de l’espèce Nom vernaculaire Pachypanchax omanolotus (Duméril, 1861) Kily Paratilapia polleni ss Bleeker, 1868 Akandra, Marakely Paratilapia sp. (Nosy Be) Akandra Paratilapia sp. (smallspots Est) Fony Paretroplus loisellei Sparks & Schelly, 2011 Ventitry Paretroplus maculatus Kiener & Maugé, 1966 Damba Paretroplus polyactis (Bleeker, 1879) Masovoatoka Paretroplus sp. (Lokoho) Masovoatoka Ptychochromis grandidieri Sauvage, 1882 Saroy Ptychochromis loisellei Stiassny & Sparks, 2006 Joba Ptychochromis oligacanthus ss (Bleeker, 1868) Tsipoy, Garaka Ptychochromis sp. (Nosy Be) Tsipoy

Les quatre espèces de Cichlidés : Paratilapia sp. (Nosy Be), Paratilapia sp. (smallspots Est), Paretroplus sp. (Lokoho) et Ptychochromis sp. (Nosy Be), sont des formes non identifiées dans les recherches antécédentes. Ainsi, la présence de ces espèces non décrites permet d’affirmer qu’elles sont nouvelles pour la science.

II.2. Systématique moléculaire Le résultat de l’analyse génétique des 51 séquences d’ADN mitochondrial COI dont 42 obtenues dans cette étude et neuf, téléchargées du GenBank, contenant chacune 572 bases (sites), peut être résumé par l'arbre phylogénétique (Figure 8). L’emplacement de chaque espèce représentée par une séquence de GenBank dans l’arbre phylogénétique, permet de confirmer l’identité de l’espèce à laquelle elle est appariée. Avec une valeur moyenne standard de la fréquence égale à 0,004496, l’arbre de consensus obtenu est un arbre indiquant la direction de l’évolution.

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Figure 7: Espèces étudiées (Photos : Randrianiaina sauf h : photo Nourissat) a : Paratilapia polleni ss – b : Paratilapia sp. smallspots Est – c : Ptychochromis grandidieri – d : Ptychochromis loisellei – e : Ptychochromis oligacanthus ss – E : Echelle – f : Ptychochromis sp. Nosy Be – g : Paretroplus sp. Lokoho – h : Paretroplus maculatus – i : Paretroplus loisellei – j : Pachypanchax omanolotus 23

P. polleni ss

P. polleni sl

Pt. loisellei

Pt. grandidieri

Pt.oligacanthus ss

Pt.oligacanthus sl

Pe. lois ellei

Pe. polyactis sl

Pe. maculatus

Figure 8: Arbre phylogénétique de 11 espèces endémiques de Cichlidés malgaches. Séquences RDR du Dr Roger Daniel Randrianiaina; séquences A01, A02, A09, B7 et ZCMV du Prof Dr Miguel Vences ; séquences AY et HQ du GenBank.

Chaque lettre de l’alphabet correspond à un nœud et les chiffres au-dessus des nœuds indiquent la valeur de support de la relation. Les très faibles valeurs (< 80%) des supports de liaison ne sont pas mentionnées sur l’arbre. D'après la phénogramme, l’espèce Pachypanchax 24

omanolotus considérée comme groupe externe permet d’avoir la racine commune de la Famille des CICHLIDAE. Cette espèce est bien un groupe externe (outgroup) au genre étudié vu l’existence de deux branches partant du nœud A : l’un supportant tout le groupe étudié et un autre portant à son extrémité cette espèce. Par conséquent, le reste des individus étudiés appartiennent à la famille des Cichlidés. Tous les genres représentés dans cette étude sont issus d’un ancêtre commun qui se trouve au nœud B. En se référant toujours à ce nœud B, le genre Paretroplus est un groupe frère des deux autres genres combinés ( Paratilapia et Ptychochromis ). Ces trois genres sont des groupes monophylétiques. Le genre Paratilapia est en général plus proche du genre Ptychochromis (avec une distance génétique d compris entre 0,175 et 0,178). Paratilapia , un genre monophylétique, est ainsi un genre frère de Ptychochromis . Il est composé de trois espèces : P. polleni ss, P. sp. Nosy Be (représentée par les individus capturés à Amparihibe) et P. sp. smallspots. Cette dernière est une espèce sœur (liaison soutenue à 100% en I) aux deux autres espèces de Paratilapia. De plus , les individus de P. sp. smallspots sont appariés à P. sp. Est et P. sp. Manombo du GenBank. Malgré la présence de deux espèces issues du GenBank formant deux clades, les individus « smallspots » de l’Est sont considérés comme appartenant à une espèce à cause de la valeur très faible du support de liaison. Ainsi l’espèce « smallspots » de l’Est est différente des espèces « largespots » du Nord. Pour les espèces septentrionales, les individus P. sp . Nosy Be et ceux de P. polleni ss forment deux populations d’espèces différentes, une différence maintenue à 86% au nœud J. Le deuxième genre étudié est Ptychochromis. C’est un genre monophylétique. Pt. oligacanthus sl est une espèce sœur des deux autres Pt. loisellei et Pt. grandidieri combinées. La liaison partant du nœud L justifiant cela est maintenue à 100%. En M (liaison soutenue à 100%), Ptychochromis oligacanthus sl est composée de populations de deux espèces différentes : Pt. oligacanthus ss et Pt . sp. Nosy Be avec une différence soutenue à 89% en P. L’individu de Pt. oligacanthus ss est apparié avec Pt. sp. Mananjeba du « GenBank » qui est aussi un individu appartenant à Pt. oligacanthus ss. Ceux de Pt . sp. Nosy Be sont par contre appariés à l’individu du « GenBank », Pt. oligacanthus de Nosy Be. Entre elles, Pt. loisellei et Pt. grandidieri sont des espèces sœurs et le support de leur liaison au nœud N est de 100%. Les individus de l’espèce Pt. loisellei forment un groupe monophylétique et s’apparient à l’individu Pt. sp. Garaka Nord-Est du « GenBank » qui est un synonyme de Pt. loisellei (référence nœud O soutenu à 100%). L’individu de Pt. grandidieri Ambila appartient à un même clade que Pt. grandidieri du « GenBank ».

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Le dernier genre étudié est Paretroplus, qui est aussi un genre monophylétique. L’espèce Pe. loisellei est une espèce sœur des trois autres espèces de Paretroplus (Pe. polyactis, Pe. sp. Lokoho et Pe. maculatus ) en se référant au nœud D avec un support de 100%. Pe. sp Mahanara du « GenBank », qui est un synonyme de Pe. loisellei , forme un clade avec les individus de Pt. loisellei de l’APPA Andapa. Pe. polyactis sl est une espèce sœur de Pe. maculatus, avec une liaison maintenue à 100% au nœud E. Deux espèces de Pe. polyactis sl , diffèrentes à 100% (nœud F), découlent de cette étude : Pe. sp Lokoho et Pe. polyactis Maroantsetra . Cette dernière est appariée à Pe. polyactis Nord du « GenBank ». Finalement, l’espèce Pe. maculatus est un groupe monophylétique. Les individus de cette espèce collectés dans deux localités différentes (Antafia et Amparihibe) ne présentent aucune variabilité génétique et l’ensemble s’apparie à Pe. maculatus du « GenBank ».

II.3. Caractères morphologiques et phénotypiques

II.3.1. Systématique morphologique Au total 45 caractères externes ont été étudiés sur chacun des 42 spécimens de poissons et a permis d’obtenir le dendrogramme de la figure 9. Ces 42 spécimens appartiennent à 10 espèces ; les deux espèces de plus, présentent en systématique moléculaire, sont Paratilapia sp. smallspots Est et Pachypanchax omanolotus . La longueur d’une branche est fonction du degré de différence entre les caractères. Quinze nœuds ont été considérés pour interpréter ce dendrogramme. Au nœud A se trouve un ancêtre commun de tous les groupes étudiés. Les genres Ptychochromis et Paretroplus sont des groupes frères en se référant au nœud B. Mais ces deux groupes combinés forment un groupe frère du genre Paratilapia (toujours en partant du nœud A). L’espèce Paratilapia polleni sl est un groupe monophylétique et deux populations différentes ressortent du nœud F : P. polleni ss et un autre regroupant des individus de P. polleni ss et P. sp. Nosy Be (Amparihibe). Ansi, Antsahameloka hébergent deux types de populations de P. polleni ss avec des caractères différents (polymorphiques); et la population de P. sp. Nosy Be (Amparihibe), malgré leur différence génétique avec celle de P. polleni ss Amparihibe, présente une grande similarité des caractères étudiés avec les individus de cette dernière. Ainsi, Paratilapia polleni sl est une espèce à caractère cryptique. Le genre Paretroplus est un groupe monophylétique en se référant au nœud C. Il en est de même pour l’espèce Pe. loisellei d’après le nœud K. Cette espèce est la sœur des trois espèces combinées : Pe. maculatus , Pe. polyactis et Pe. sp. Lokoho. En se référant au nœud

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D, Pe. polyactis Pangalanes RDR 1367 est une espèce sœur aux autres individus des espèces Pe. polyactis sl et Pe. maculatus . Comme un autre individu Pe. polyactis Pangalanes est observé dans un autre clade, celui partant du nœud J, Pe. polyactis est alors composée de deux sortes d’individus à caractères différents entre-eux.

Figure 9: Phylogramme issu de l’étude de 45 caractères de 42 individus de poissons

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Toujours pour l’espèce Pe. polyactis , au nœud H, deux individus issus d’Andapa (venant de la rivière Lokoho) forment un groupe frère aux autres individus de Pe. polyactis et Pe. maculatus. Pe. sp. Lokoho est différente morphologiquement de Pe. polyactis. Les individus de Pe. polyactis Pangalanes peuvent être divisés plusieurs lots d’individus à caractères différents ; il en est de même pour Pe. maculatus Antafia. Ainsi, Pe. polyactis et Pe. maculatus sont tous les deux des groupes paraphylétiques en se basant au nœud J. Le genre Ptychochromis appartient à un groupe monophylétique en se référant au nœud E. Par contre, les quatre espèces ne sont pas des groupes monophylétiques. Il s’agit ainsi d’un genre cryptique. Les individus de Pt. grandidieri Amboditandroho partant du nœud E forment un groupe frère de tous les autres individus du genre Ptychochromis . Ainsi, les individus de Pt. grandidieri diffèrent par leurs caractères. Aussi, en se référant au nœud N, Pt. sp. Nosy Be et Pt. oligacanthus ss Amparihibe (Nosy Be) présentent des differences morphologiques. L’individu de Pt. loisellei RDR 1213 possède des caractères qui lui différencient de tous les autres individus appartenant à cette espèce.

II.3.2. Caractères morphométriques et méristiques

II.3.2.1. Résultats des mensurations et comptages Le tableau V représente un résumé de la taille des spécimens mesurés ainsi que le nombre des rayons de quelques nageoires (dorsale et anale). D’après ce tableau V une grande variabilité en taille des échantillons étudiés est observée. Cette différence est fonction de l’espèce à laquelle l’individu appartient et aussi de son âge. Par contre, les nombres des rayons (ou épines) sur les deux nageoires (dorsale et anale) sont plus ou moins constants quelle que soit la taille de l’individu : - le nombre des rayons mous de la nageoire dorsale est toujours supérieur à 10 pour les trois genres étudiés et il atteint son maximum pour l’espèce Pe. loisellei (égal à 20) et son minimum pour le genre Paratilapia (égal à 11) ; - le nombre des rayons durs de la nageoire dorsale est supérieur ou égal à 10 pour les trois genres étudiés. Seules les trois espèces Pe. polyactis, Pe. sp. Lokoho et Pe. maculatus possèdent un nombre très élevé ; - le nombre des rayons mous de la nageoire anale varie entre 8 à 10 sauf chez Pe. polyactis, Pe. sp. Lokoho et Pe. maculatus (de 14 à 15) ; - le nombre des rayons durs de la nageoire anale est toujours égal à 3 pour Paratilapia et Ptychochromis mais atteint le triple pour Paretroplus . 28

Tableau V : Tableau récapitulatif de la longueur standard et des caractères méristiques des espèces étudiées Nombre Longueur standard Espèce Dorsal mou Dorsal dur Anal mou Anal dur d'individus (en mm) P. polleni ss 7 70,00 – 183,79 11 10 - 11 9 3 P. sp. Nosy Be 4 53,02 – 90,67 11 - 12 11 8 - 10 3 Pe. loisellei 5 33,30 – 37,69 18 - 20 11 - 12 9 9 - 10 Pe. maculatus 4 95,10 – 118,58 15 - 17 17 - 18 14 - 15 9 Pe. polyactis 5 127,20 – 134,12 16 - 18 16 - 17 14 - 15 7 - 9 Pe. sp. Lokoho 2 166,82 – 195,50 17 - 18 17 - 18 15 9 Pt. grandidieri 4 122,87 – 145,13 13 - 14 10 - 13 8 3 Pt. loisellei 5 59,20 – 67,45 13 - 14 12 8 - 9 3 Pt. oligacanthus ss 1 76,92 – 92,43 12 - 13 12 8 3 Pt. sp. Nosy Be 5 70,00 12 13 8 3 P. : Paratilapia – Pe. : Paretroplus – Pt. : Ptychochromis – ss : sensu stricto

II.3.2.2. Résultats des tests statistiques a- Test de Mann-Whitney ∂ Entre les genres étudiés Sur les trois genres étudiés, le tableau VI montre les différents caractères correspondant

à un rejet de l’hypothèse nulle (H 0), donc des caractères différents entre ces genres. Tableau VI : Comparaison entre les trois genres Ptychochromis , Paratilapia et Paretroplus

Ptychochromis et Paratilapia Ptychochromis et Paretroplus Paratilapia et Paretroplus

rel lC - rel Lt - rel Ht - rel lB - rel HC - rel LD - rel LPi -rel rel HC - rel LD - rel LA - rel LB- rel LPreO - rel LPosO LA - rel dPiA - rel dPcA - rel rel dPiA - rel dPcA - rel – rel LPreA - rel LPrePc - rel dPcPi - rel dDA - dorsal dur - dDPc - rel dDA - dorsal dur H0 LPrePi - rel LA - rel HA - rel dorsal mou - anal dur - anal - dorsal mou -anal dur - anal rejetée LPC - rel dPiA - rel dPcA - rel mou - NeLLo - NeLLaS - mou – NeLLo - NeLLaS - dPcPi - rel dDA- dorsal dur - NeOp NeOp dorsal mou - anal mou - NeLLo - NeLLaS – NeOp

La règle de décision qui s’applique est celle des petits échantillons (N1 > 9 ou N 2 < 20 ),

H0 rejetée pour Ucalculé ≤ U table . D’après le résultat du test U effectué pour les genres

Ptychochromis et Paratilapia avec un nombre d’individus de Ptychochromis n1 égal à 15, et

celui de Paratilapia n2 = 11 et pour α = 0,05, la valeur de Utable = 44. Ainsi, tous les

paramètres correspondant aux valeurs de U calculé ≤ 44 présentent une différence significative entre ces deux genres. Au total, 23 paramètres sur les 37 étudiés permettent de distinguer les deux genres, soit 65% de différence. Pour le deuxième groupe comparé, les genres

Ptychochromis et Paretroplus , les nombres des individus sont respectivement n1 = 15 et n2 =

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16 et pour α = 0,05, U table = 70. D’après les résultats statistiques, 15 caractères sur les 37 étudiés sont différents entre eux. Le corps, les nageoires et les caractères méristiques sont les principales différenciations de ces genres. Le résultat issu du test U démontre que pour Paratilapia (à 11 individus) et Paretroplus

(à 16 individus) et pour α = 0,05, on a U table = 47. Paratilapia diffère de Paretroplus de 14 caractères morphologiques sur les 37 étudiés. Ainsi, Paratilapia se distingue de Ptychochromis par ces principaux caractères : un corps plus large, une tête plus grande, une nageoire anale plus longue et plus large, un pédoncule caudal plus long et des rayons de la nageoire dorsale moins nombreux. Pour Ptychochromis , il se différencie surtout de Paretroplus par : un corps de faible hauteur ou moins élevé, les rayons de la nageoire dorsale et de la nageoire anale moins nombreux et un nombre d’écailles operculaires plus faible. Quant à Paretroplus , il se distingue de Paratilapia en partie par : une hauteur du corps plus élevée, les rayons de la nageoire dorsale et de la nageoire anale plus nombreux et des écailles plus nombreuses sur l’opercule et le long des lignes longitudinale et latérale supérieure.

∂ Entre les espèces étudiées Après la comparaison inter-genre de huit espèces étudiées par le test de Mann-Whitney, les résultats sont résumés dans les tableaux VII et VIII. Normalement, 10 espèces devraient faire l’objet de comparaisons, mais comme Pt. oligacanthus ss et Pe. sp. Lokoho ne sont respectivement représentées que par un et deux individus (tailles d’échantillons non disponibles dans la table des valeurs critiques de U), elles ont été incluses respectivement dans la population de Pt. oligacanthus sl et de Pe. polyactis sl . La taille des échantillons utilisés étant la catégorie "très petite" (n 1 et n 2 < 8), ainsi la règle de décision prise en compte pour interpréter une différence entre les caractères des espèces (H0 rejetée) fait référence à tous les valeurs de 2P(U obs ) ≤ α. Tableau VII : Différences morphologiques entre les trois espèces de Ptychochromis Pt. oligacanthus sl et Pt. loisellei Pt. oligacanthus sl et Pt. grandidieri rel Lt – rel lt – rel lB – rel LPosO – rel rel Lt – rel LPreD – rel HD – anal H rejetée LPreD – rel LPrePc – rel dPiA – rel 0 mou – NeLLo -NeOp dPcA – anal mou w Pt. oligacanthus sl et Pt. loisellei Avec un échantillon de 6 individus de Pt. oligacanthus sl et 5 individus de Pt. loisellei , 6 paramètres sur les 37 étudiés diffèrent entre ces deux espèces. Une différence prononcée sur

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la longueur de la tête de Pt. oligacanthus sl qui est plus longue et aussi des écailles moins nombreuses sur l’opercule pour cette espèce. w Pt. oligacanthus sl et Pt. grandidieri Vingt quatre pourcent (24%) des caractères étudiés illustrent une différence entre ces deux espèces de Ptychochromis dont le nombre d'individus est respectivement, 6 et 4. Onze pourcent (11%) de cette différence se trouvent sur la tête. Pt. oligacanthus sl se distingue surtout de Pt. grandidieri par une tête plus longue et plus large, par une bouche plus large, par la longueur post-orbitaire plus grande et par une insertion plus en arrière des nageoires dorsale et pectorales. w Pt. loisellei et Pt. grandidieri Pour les individus de ces deux espèces, au nombre de 5 et 4 respectivement, le résultat statistique montre qu’aucune différence significative n’a été observée. L’hypothèse nulle H0 est donc acceptée pour la totalité des 37 paramètres étudiés, ce qui signifie que ces deux espèces se ressemblent morphologiquement à 100%. w Paratilapia polleni ss et Paratilapia sp. Nosy Be

Les nombres des individus de ces espèces sont respectivement, n1 = 7 et n2 = 4. Elles présentent une différence sur 7 paramètres qui sont : rel Ht – rel LPrePc – rel LPrePi – rel LD – rel HD – rel HPi – rel HA. Il est remarqué que ces paramètres qui leur distinguent sont tous morphométriques et les plus distinctifs sont : l’insertion de la nageoire pelvienne plus en arrière pour P. sp Nosy Be et la hauteur de la nageoire dorsale plus faible pour cette même espèce.

Tableau VIII : Différences morphologiques entre les trois espèces de Paretroplus Pe. loisellei et Pe. polyactis sl Pe. polyactis sl et Pe. maculatus rel HC – rel lC – rel Lt – rel Ht – rel lt – rel lB – rel LB – rel dO – rel IO – rel LPreO – rel LPosO – rel LPreD – rel LPreA – rel LPrePc – H rel IO – rel dPcPi – NeLLo - 0 rel LPrePi – rel LD – rel LPi – rel HPi – rel rejetée NeOp HPc – rel LA – rel HA – rel LPC – rel HPC – dorsal dur – dorsal mou – anal mou – NeLLo – NeLLaI, NeLLaS, NeOp w Pe. loisellei et Pe. polyactis sl Pour des échantillons de 5 et 7 individus, ces deux espèces se différencient sur 84% des paramètres étudiés. Pe. loisellei se différencie surtout de Pe. polyactis sl par : un corps moins élevé et plus large, une tête et une bouche plus grandes, des yeux de grande taille et plus éloignés entre-eux, par une insertion plus en arrière de toutes ces nageoires sauf la nageoire

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caudale, la base des nageoires dorsale, anale et pelvienne plus large, la hauteur élevée des nageoires pelviennes, pectorales et anale, un pédoncule caudal plus long et plus large, un nombre de rayons mous de la nageoire dorsale plus élevé et un nombre de rayons durs des nageoire la dorsale plus faible; et contrairement pour la nageoire anale et enfin par des lignes latérales supérieure et inférieure ainsi que l’opercule plus écaillés. w Pe. loisellei et Pe. maculatus Avec 5 individus de Pe. loisellei et 4 individus de Pe. maculatus , les résultats statistiques montrent qu’aucune différence n’est rencontrée pour ces deux espèces sur les 37 paramètres. w Pe. polyactis sl et Pe. maculatus Seulement 4 sur les 37 paramètres étudiés ne sont pas les mêmes pour ces deux espèces de

Paretroplus avec un nombre d’individus respectivement, n1 = 7 et n 2 = 2. Aucune différence sur les nageoires n’a été émise dans cette analyse statistique. Pe. polyactis sl se distingue surtout de Pe. maculatus par une distance inter-orbitle un peu plus élevée et un nombre inférieur d’écailles le long de la ligne longitudinale ainsi que sur l’opercule.

b- Résultats de l’Analyse des Composantes Principales Sur les 42 individus, les mêmes paramètres que ceux utilisés dans le test U mais en valeur réelle et incluant aussi LT et LS ont été repris pour l’analyse. Le résultat montre que trois facteurs expliquent à 89,546% les 39 variables. Mais seulement 2 facteurs de régression ont été retenus selon leur importance (tableau IX). Après rotation, les variables propres à chaque facteur et correspondants à des valeurs supérieures à 0,03 sont représentées dans le tableau suivant. Tableau IX : Facteurs issus de l’ACP et ses composantes principales Facteurs 1 3 lT – dO – LPA – HD Composantes Dorsal dur - NeLLo – HPi – HA – dPiA – principales - NeLLaS dPcA

Le facteur 2 ne possède aucune composante principale propre à lui-même. Comme nom attribué à chacun des deux facteurs : -facteur 1 : facteur forme du corps, et - facteur 3 : facteur « nombre de rayons durs de la nageoire dorsale et nombre d’écailles le long de la ligne longitudinale et de la ligne latérale supérieure ». La Figure 10 illustre la distribution des spécimens étudiés en fonction d’une combinaison des deux facteurs obtenus avec la méthode ACP. Ces facteurs étant tirés des 39 variables morphologiques reflètent les caractères les plus importants dans la différenciation des 32

espèces. La combinaison entre eux de ces deux facteurs tend à faire grouper certaines espèces mais aussi à disperser d’autres : - Paratilapia polleni ss : ses individus sont très dispersés surtout pour le facteur « forme du corps». Cette espèce a de petites valeurs pour le facteur 3. - Paratilapia sp. Nosy Be (Amparihibe) : les individus de cette espèce sont plus ou moins regroupés mais de valeurs faibles pour les deux facteurs. Bref, pour le genre Paratilapia, le facteur 3 est toujours de petite valeur mais le premier facteur n’est pas déterminant. - Paretroplus loisellei : pour cette espèce tous les individus forment un amas de points (donc une valeur presque la même pour tous les individus), dont la valeur est élevée pour le facteur 3 mais plutôt faible pour la forme du corps ; - Paretroplus maculatus : ses individus sont très faiblement dispersés. La valeur du facteur 3 est élevée tandis que celle du facteur 1 oscille autour de 0 ; - Paretroplus polyactis : les valeurs des deux facteurs oscillent autour de 0 ; - Paretroplus sp. Lokoho : les deux individus de cette espèce possèdent des valeurs élevées pour les deux facteurs. Ainsi, pour le genre Paretroplus , les deux facteurs sont, pour la majorité des individus de ses quatre espèces, dotés de valeurs élevés.

Figure 10: Scatterplot bivarié des spécimens de 10 espèces en fonction des deux facteurs de régression 33

- Ptychochromis grandidieri : les valeurs des deux facteurs sont variables au sein des individus de l’espèce, mais sont toujours élevées ; - Ptychochromis loisellei : pour le facteur 1, la valeur est la même pour tous les individus ; par contre, pour le facteur 3, les individus se différencient ; - Ptychochromis oligacanthus ss et Ptychochromis sp. Nosy Be : contrairement à Pt. loisellei , le facteur « forme du corps » de valeurs très variées, est différent chez les individus de l’espèce ; si le facteur 3 (toujours de faibles valeurs) y est à peu près égal. Le genre Ptychochromis, aucune affinité n’est perçue entre ses trois espèces, chacune a son compartiment. Ainsi, les 2 facteurs ont permis de catégoriser les quatre espèces.

II.4. Paramètres physico-chimiques des sites d’étude Tout au long des descentes sur le terrain, les paramètres abiotiques de l’eau dans sept sites d’étude ont été relevés et figurent dans le tableau X. D’après ce tableau, la valeur moyenne de la température de l’eau dans les différents sites d’étude est de 24,3°C, celle du

pH est de 7,41 et la quantité moyenne d’0 2 dissous est de 63%. Les valeurs de la conductivité de l’eau dans les différents sites et celles des microparticules sont très variables. Ainsi, plus l’eau est chargée en microparticules, plus la conductivité augmente. Tableau X : Valeurs ponctuelles des caractéristiques physico-chimiques de 7 sites Heure de Température Conductivité Ions O dissous Site d’étude Date pH 2 collecte (°C) (µs/cm) (mg/l) (en %)

Lac Antafia 2011 12 : 36 23.5 5.83 24 11 - Etang de 2013 11 : 34 21.5 8.6 37 19 65.5 l' APPA Etang 2013 16 : 45 20.7 8.43 11 7 70 Antsahameloka Canal des Pangalanes, 2014 14 : 47 25,2 7,35 305 111 74 Embouchure Canal des Pangalanes, 2014 15 : 08 26.5 7.7 186 95 46 Tapakala Rivière 2014 14 : 05 26,5 7,27 3910 1946 63 Amboditandroho Canal des Pangalanes 2014 08 : 50 27,4 6,69 1710 895 57,6

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III. DISCUSSIONS

III.1. Systématique III.1.1. Identités des espèces étudiées Concernant le genre Paratilapia , cette étude a permis de distinguer trois espèces : P. polleni ss la forme typique et deux autres nouvelles espèces : P. sp. Nosy Be (Amparihibe) et P. sp. smallspots Est. La première espèce P. polleni ss ou P. polleni « largespots » correspond à celle décrite par de Rham & Nourissat (2004) pour dénommer les individus ayant de gros points et possédant une distribution dans la partie septentrionale de Madagascar. Le résultat de l’analyse comparative avec les données de « GenBank » (tableau XI) montre une similarité à 99% de cette forme avec P. polleni . La qualification de cette espèce comme étant « sensu stricto » ou typique est tout d’abord justifiée par les spécimens d’Andapa possédant des gros points et qui sont du même type que ceux de Sambirano (de Rham & Nourissat, 2004) ; une localité où l’holotype décrit par Bleeker en 1868 a été capturé. Ainsi, elle est de la même espèce que l’holotype qui est le véritable P. polleni ss. La deuxième espèce P. sp. Nosy Be ayant de gros points est d’après la bibliographie et les résultats du « GenBank », une espèce de P. polleni « largespots ». Or, l’arbre génétique issu de cette étude permettant de voir les liens entre les espèces, démontre que cette espèce diffère de P. polleni ss à 86%. Il est à souligner que tous ces individus ont été collectés dans le lac Amparihibe de Nosy Be. En 1882, Sauvage (1891) a décrit l'espèce P. bleekeri , une espèce ayant aussi des gros points mais collectée à Antananarivo. Cette description est qualifiée de «précipitée» par de nombreux auteurs (Pellegrin, 1904 ; de Rham & Nourissat, 2004) et est considérée comme non valide même si Loiselle & Stiassny (1993) ont adoptée cette nomenclature. De ce fait, aucune autre description après celle de Bleeker n’a été réalisée, ainsi, la deuxième espèce issue de cette étude P. sp. Nosy Be est une espèce encore non décrite et s’agit d’une «nouvelle espèce». Le lac Amparihibe héberge ainsi deux populations différentes de Paratilapia « largespots » dont l’espèce P. sp. largespots Nosy Be qui est absente à Andapa. La troisième espèce, P. sp smallspots Est est considérée comme une autre espèce d’après de Rham & Nourissat (2004), mais comme étant P. polleni Est par « GenBank ». La précision de l’origine de cette espèce est exacte vue que les lieux de collecte de nos spécimens ont été la partie Est de l’Ile (cas de Nosivolo) et la partie Sud-Est (cas de Manombo). D’autres auteurs (Reinthal & Stiassny, 1991) confirment qu’elle occupe vraiment ces localités. Comme la valeur de la liaison entre ces deux populations n’est pas mentionnée, ces individus de l’Est

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sont considérés comme appartenant à la même espèce. De plus, l’aire géographique de distribution de cette espèce « smallspots » dans la partie orientale de l’Ile étant continue, c’est pourquoi la considération des populations de Nosivolo et Manombo comme étant de la même espèce est admise (de Rham & Nourissat, 2004). En 1878, Bleeker a décrit l’espèce Paracara typus Est qui a été par la suite modifiée en Paratilapia typus (Bleeker, 1878) et qui a une forte ressemblance à P. sp. smallspots Est mais dont la provenance de l’unique exemplaire type est méconnue. Tableau XI : Identité consensuelle des espèces étudiées Nom selon la Taux de Espèce étudiée Nom selon Genbank Conclusion bibliographie similarité RDR 1225 Paratilapia Paratilapia polleni 99% polleni (Antsahameloka), RDR 1199 Paratilapia Paratilapia polleni ss Paratilapia polleni Paratilapia polleni (Est) 99% polleni (Andapa) et RDR (largespots) ss (largespots) 0793 Paratilapia polleni Paratilapia sp. 'Manombo' 99% (Amparihibe) Paratilapia polleni 99% Paratilapia sp. RDR 0792 Paratilapia Paratilapia polleni Paratilapia polleni (Est) 99% Nosy Be polleni (Amparihibe) (largespots) (largespots) Paratilapia sp. 'Manombo' 98% 100 % Paratilapia sp. Est Paratilapia polleni (Est) RDR 1190 Paratilapia sp. Paratilapia sp. Est smallspots (Nosivolo) (smallspots) (smallspots) Paratilapia sp. 'Manombo' 99%

Paratilapia sp. 'Manombo' 100 % ZCMV 0408 Paratilapia sp. Paratilapia sp. Est Paratilapia sp. Est smallspots (Manombo) (smallspots) (smallspots) Paratilapia polleni (Est) 99% RDR 1210 Ptychochromis Ptychochromis sp. Nord-Est Ptychochromis Ptychochromis loisellei 99% loisellei (Andapa) 'Garaka' loisellei Ptychochromis Ptychochromis A09 Ptychochromis Ptychochromis grandidieri 99% grandidieri (Ambila) grandidieri Mananjary (Sud- Est) grandidieri Ptychochromis oligacanthus 100% RDR 0806 Ptychochromis Ptychochromis Mananjeba (Nord-Ouest) Ptychochromis oligacanthus (Amparihibe) oligacanthus Ptychochromis oligacanthus oligacanthus 99% Nosy be Ptychochromis oligacanthus 100% RDR 0796 Ptychochromis Ptychochromis Nosy be Ptychochromis sp. oligacanthus (Amparihibe) oligacanthus Ptychochromis oligacanthus 99% Nosy Be Mananjeba RDR 1200 Paretroplus Paretroplus sp. Mahanara Paretroplus Paretroplus loisellei 99% loisellei (Andapa) 'ventitry' loisellei RDR 1209 Paretroplus Paretroplus polyactis 'Nord' Paretroplus sp. Paretroplus polyactis 99% polyactis (Lokoho) Lokoho A01 Paretroplus polyactis Paretroplus Paretroplus polyactis Paretroplus polyactis 'Nord' 100% (Maroantsetra) polyactis RDR 0253 Paretroplus Paretroplus maculatus (Antafia) et RDR Paretroplus maculatus Paretroplus maculatus 99% 0787 Paretroplus maculatus maculatus (Amparihibe) 36

En effet, P. sp. smallspots Est pourrait être synonyme de celle décrite par Bleeker ou une espèce nouvelle qui n’est pas encore décrite. Pour ce qu’il en est du genre Ptychochromis , il est composé de quatre espèces : Pt. loisellei , Pt. grandidieri , Pt. oligacanthus ss et Pt . sp. Nosy Be. Stiassny & Sparks (2006) a décrit l’espèce Pt. loisellei, qui était auparavant nommée Pt. sp. Nord-Est Garaka. Les individus de Pt. loisellei et Pt. oligacanthus sont tous issus du Nord, comme ceux de P. polleni largespots. Mais ce n’est pas le cas de Pt. grandidieri qui a été rencontrée à l’Est. Pt. loisellei étant génétiquement plus proche de Pt. grandidieri se répartissant aussi à l’Est, et plus au Nord. D’après les résultats de GenBank, l’individu de Pt. grandidieri utilisé dans cette étude est à 99% identique à celui de Pt. grandidieri Mananjary (Sud-Est). Cette espèce présente une large distribution le long de la côte Est en faible altitude dans le Canal des Pangalanes, là où les conditions favorables à sa survie sont présentes (Sparks, 2002). La troisième espèce de ce genre étant Pt. oligacanthus ss est ainsi nommée car : l’holotype que Bleeker a décrit en 1868 venait de Sambirano et même si notre spécimen a été collectée à Nosy Be, il est à 100% identique à celui de GenBank provenant de Mananjeba, une localité très proche de la localité type, et dont les deux bassins se touchent ; de plus, Sparks (2002) affirme que les populations au Nord possèdent les caractères décrits par Bleeker. A part ce premier lieu de collecte de l’holotype, un autre issu du lac Ampobilava (Nosy Be) a été, en même temps, décrit par Bleeker. Sparks (2002) suppose que Pt. sp. Mananjeba et Pt. sp. Nosy Be sont de même espèce mais Loiselle (2005) trouve une différence entre la population de Nosy Be et celle trouvée sur la Grande Terre. Il ajoute aussi que chaque lac de Nosy Be est peuplé de populations de différentes espèces qui ont divergé d’une espèce commune. Comme l’analyse moléculaire montre une différence de 100% entre les espèces de Nosy Be et de Mananjeba et que le résultat de GenBank montre une ressemblance à 100% de l’espèce Pt. sp. Nosy Be avec celle de Nosy Be ; de plus, Loiselle (2005) a découvert la non validité de manière formelle du nom spécifique Pt. nossibeensis proposé par Guinane (2000), cette espèce Pt. sp. Nosy Be est alors non décrite et est une «nouvelle espèce». Ainsi, cette étude a permis d’élucider les doutes sur l’appartenance de Pt. de Mananjeba et celle de Nosy Be à une même espèce (de Rham & Nourissat, 2004). Les résultats des analyses moléculaires confirment l’isolation du genre Paretroplus dans la famille des Cichlidés. Les deux genres Paratilapia et Ptychochromis appartiennent à la sous-famille des Ptychochrominés (Sparks & Smith, 2004), un groupe frère de Paretroplus . Ce dernier est placé dans la sous-famille des Etroplinés (Stiassny et al., 2001). Paretroplus polyactis sl et Paretroplus loisellei sont les

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deux espèces appartenant à ce genre, rencontrées dans la partie Est de Madagascar. Or, selon l’arbre phylogénétique obtenu, Paretroplus maculatus est plus proche de Pe. polyactis. Ainsi, l’affirmation que Pe. polyactis est le seul genre occupant exclusivement la partie Est et se trouve dans un clade à part de tous les autres Paretroplus (Sparks, 2004) , n’a pas été confirmée. Pe. polyactis Maroantsetra et Pe. sp Lokoho sont, d’après les études génétiques, des espèces différentes à 100% malgré leur même répartition dans la partie Est de Madagascar. D’après le résultat de GenBank, Pe. polyactis Maroantsetra est à 100% identique à Pe. polyactis dans le Nord. de Rham & Nourissat (2004) ont remarqué une variation de coloration des individus de Maroantsetra par rapport à ceux d’Ambila, mais aucune différence n’a été mentionnée entre ceux de Maroantsetra et Lokoho. L’explication du choix de classification est que l’holotype de Pe. polyactis décrit par Bleeker en 1879 provient du Canal des Pangalanes ; de plus, Maroantsetra est l’habitat côtier type sachant que l’espèce remonte le long de la côte Nord-Est mais Lokoho (situé dans la cuvette d’Andapa) hébergeant une population de Pe., est une localité isolée. Loiselle (2003), de par la différence de coloration, suspecte une présence de 2 ou plusieurs espèces de Pe. polyactis. Ainsi, une probable spéciation au sein de cette espèce se serait produite dans cette partie Nord-Est de l’Ile. De ce fait, l’espèce Pe. sp. Lokoho est aussi une «nouvelle espèce». La troisième espèce de Paretroplus , Pe. loisellei est à 99% identique à Pe. sp. Mahanara d’après GenBank, et cette nomenclature a été aussi utilisée avant sa description. La dernière espèce est Pe. maculatus qui ressemble à 99% de Pe. maculatus de GenBank. La valeur non mentionnée sur le support de liaison du nœud H permet de considérer les populations d’Antafia (Ouest) et de Nosy Be (Nord-Ouest) comme ayant la même espèce. En somme, quatre (04) nouvelles espèces encore non décrites jaillissent de cette étude phylogénétique: Paratilapia sp . smallspots Est, Paratilapia sp. largespots Nosy Be, Ptychochromis sp. Nosy Be et Paretoplus sp. Lokoho . En ce qui concerne la localité de Nosy Be, spécialement le lac Amparihibe, de nombreuses espèces conspécifiques ont été observées lors de cette étude ( P. polleni ss , P. sp. Nosy Be, Pt. sp. Nosy Be et Pe. maculatus ). L’espèce Pachypanchax omanolotus , appartenant à la famille des Aplocheilidae et ayant servi d’espèce externe pour l’étude, a été présente dans cette localité. Et contrairement aux localisations antérieures de cette espèce dans une grande partie du versant ouest de Madagascar (Arnoult, 1959 ; Kiener, 1963), cette espèce a une distribution restreinte à Nosy Be et Sambirano (Loiselle, 2005).

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III.1.2. Similarités et différences entre la systématique moléculaire et la classification morphologique Sans avoir utilisé un groupe externe lors de la construction du phylogramme, le résultat montre que tous les genres avaient tout de même un ancêtre commun. Plusieurs caractères communs aux Cichlidés endémiques de Madagascar ont permis de les regrouper en ne citant que le corps élevé et comprimé latéralement, la présence d'une seule nageoire dorsale, la bouche protractile et la présence d’une gibbosité sur la tête. De plus, les trois genres ont été bien séparés sur le dendrogramme des caractères et possèdent chacun leur clade respectif. Bien que les trois genres soient des groupes monophylétiques, sur le phylogramme et statistiquement, les genres Ptychochromis et Paratilapia sont plus éloignés et ont le plus de différence. Or, cela s’oppose aux résultats moléculaires. Ainsi, les 45 caractères morphologiques et phénotypiques étudiés n’ont pas permis de spécifier correctement les liens entre les genres. Soit ce nombre serait insuffisant, soit un recours à l’étude anatomique serait nécessaire pour combler l’étude. Cette étude combinée (ou en parallèle) a été effectuée par plusieurs chercheurs (Stiassny et al., 2001 ; Sparks, 2004 ; Loiselle, 2005). A cette différence de résultat, l’hypothèse suivant pourrait être envisagée «les caractères phénotypiquement semblables peuvent être génétiquement différents» sachant que des codons différents peuvent coder pour une même protéine et l’ensemble de ces protéines est l’image phénotypique reflétant le génotype d’un individu. Le fait que Ptychochromis et Paretroplus , de même Paratilapia et Paretroplus , présentent une différence sur presque toute la totalité des caractères méristiques, serait une justification de l’appartenance des deux genres (Ptychochromis et Paratilapia) à la sous-famille des Ptychochrominés. De plus, Paretroplus se trouvant dans la sous-famille des Etroplinés se distingue des deux autres genres par la hauteur de son corps et appartient au clade des corps élevés (Sparks & Reinthal, 1999), par la possession d’un nombre de rayons durs de la nageoire anale faisant plus du double de celui des Ptychochrominés (qui est toujours égal à 3 selon Sparks, 2004) et aussi par une couverture dermale à la base des écailles des nageoires dorsale et anale (de Rham & Nourissat, 2004 ; Allgayer, 1996). Sur le phylogramme, le degré de support des liaisons ne sont pas disponibles. La taille de la différence intraspécifique ne peut donc pas être affirmée mais les résultats des tests statistiques peuvent tout de même servir de justifications. Ainsi, par rapport aux individus de Paratilapia sp. Nosy Be, ceux P. polleni ss sont plus variés. Cela est justifié par le résultat de l’ACP qui démontre que pour le facteur forme du corps, les individus d’Andapa sont très dispersés.

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Génétiquement, ces individus variés appartiennent bien à deux espèces différentes. En ce qui concerne le genre Ptychochromis, Pt. loisellei et Pt. grandidieri étant plus voisines génétiquement et sont aussi identiques morphologiquement (aucune différence significative des caractères entre ces deux espèces n’a été observée dans le résultat du test de Mann-Whitney). Stiassny & Sparks (2006) confirment que la similarité de ces deux espèces est très élevée. L’existence de deux populations de Pt. grandidieri dans le phylogramme n’est pas confirmée génétiquement. Le résultat de l’ACP montre que les individus de cette espèce sont variables à la fois par le facteur forme du corps et celui de la segmentation du corps, qui pourrait justifier la variabilité. Enfin, les deux espèces Paretroplus maculatus et Pe. polyactis sont plus voisines génétiquement et sur le phylogramme. Or, statistiquement, ce sont Paretroplus loisellei et Paretroplus maculatus qui n’ont aucune différence significative au niveau de leurs caractères. Ceci remet en cause la taille des échantillons utilisés lors de la comparaison (n 1= 5 et n 2= 4), qui respecte bien les critères de l’analyse, mais dont le résultat qui en sort démontre toujours une différence non significative pour tous les paramètres étudiés. Selon l’ACP, les individus de Pe. sp. Lokoho sont isolés de ceux de Pe. polyactis, ce qui confirme le résultat de l’étude moléculaire montrant l’appartenance de ces individus à 2 espèces différentes. Ainsi, s’il s’agit d’avoir une idée sur les répartitions au niveau genre, la classification morphologique est tout de même instructive. Mais dans le cas où les détails de la systématique c’est-à-dire le degré de relations entre les taxa (au niveau genre et surtout inter et intraspécifique) et le sens de l’évolution, la méthode génétique est fiable et plus informative. Les ambiguités ou différences dans la classification morphologique, surtout pour les espèces cryptiques, sont résolues par la méthode génétique avec une précision de la relation. Aussi, les différenciations morphologiques ne se traduisent forcément pas en des spéciations moléculaires. En outre, même si de nombreuses études biogéographiques informatives ont été maintes fois réalisées, les ambiguïtés sur la classification ne sont pas toujours résolues. Or, lors de cette étude, la génétique moléculaire a permis de découvrir des espèces nouvelles, un grand atout qui ne ressortirait pas de l’étude morphologique. Ainsi, la génétique moléculaire confirme si des différences morphologiques signifient une diversité spécifique ou non. L’étude génétique renseigne aussi sur la relation intrafamiliale que détiennent des individus avec une précision sur les degrés de liaison inter et intraspécifique. Bref, l’hypothèse de cette étude est acceptée, une différence significative existe entre la systématique moléculaire et la classification morphologique. Cette différence a fait apparition

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depuis le niveau genre et est plus accentuée au niveau espèce avec une fiabilité confirmée de la méthode génétique.

III.1.3. Systématique et évolution Une évolution de Ptychochromis sp. Nosy Be dans un endroit isolé comme le lac Amparihibe de Nosy Be, se serait produit après le détachement de cette île avec la Grande Terre (Hrbek, 1988), mais une partie des individus ont gardé leur caractère plésiomorphique. La présence de deux populations différentes de Paratilapia largespots dans ce lac de Nosy Be est un autre argument renforçant la précédente hypothèse supposant une existence d’une spéciation au sein de ce lac d’Amparihibe. Des études génétiques faites par Vences et al. (2001) ont montré que les Pt. sp. des lacs de Nosy Be sont de la même espèce même si ces lacs sont isolés les uns des autres (Sparks & Smith, 2004). De plus, les hypothèses émises par des scientifiques étaient que la colonisation des lacs par les espèces est récente, ce qui sous- entend que les lacs ne se sont séparés entre-eux qu’il y a peu de temps (Hrbek, 1988), soit moins d’un million d’année. Loiselle (1993) affirme ainsi qu’une spéciation insulaire remarquable existe à l’intérieur même de l’île de Nosy Be, cela commence à être prouvée d’après les résultats génétiques. de Rham & Nourissat (2004) remarque que lorsque le gradient de la forme intermédiaire, observée entre deux populations géographiquement différentes est à un niveau encore bas, aucune spéciation n’est observée. La perception d’une évolution génétique progressive se produisant à Nosy Be peut s’expliquer par son détachement récent de la Grande Ile (il y a un million d’années). Au Pléistocène, Nosy Be était encore reliée à Madagascar et partageait la plupart de ses espèces avec la Grande Ile (Loiselle, 2005). Cette durée serait alors très courte pour qu’une évolution flagrante de ces deux espèces puisse avoir lieu. La cohabitation de P. polleni ss et Pt. sp. Nosy Be dans le même lac, qui auparavant n’avait jamais existé (Loiselle, 2005), fait insinuer à une introduction récente de l’une de ces espèces. Mais lors de cette étude, deux populations de Paratilapia sont prétendues se trouver dans un lac Amparihibe qui est un lac de Nosy Be. Une probable évolution de l’espèce identique à celle d’Andapa se serait produite ainsi dans ce site isolé, pour seulement une partie de sa population. Or, d’après Loiselle (2005), toutes les espèces de Paratilapia sp. Nosy Be sont considérées comme identiques, une autre hypothèse d’introduction des individus issus d’Andapa ou des autres lieux de répartition au Nord, dans ce lac d’Amparihibe, serait aussi probable. L’étape de spéciation de la sous-famille des Ptychochrominés s’est effectuée à une période éloignée de celle des Etroplinés. Cette dernière

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sous-famille possède des caractères apomorphiques, hautement modifiés (Sparks, 2004) et aurait ainsi évolué tardivement après les Ptychochrominés. Ces Ptychochrominés possèdent des caractères plésiomorphiques communs aux Cichlidés primitifs (Allgayer, 1996). La catégorisation du genre Paretroplus comme étant plus évolué que les deux autres genres étudiés, est aussi justifiée par la séparation des Etroplinés India-Madagascar (Zardoya et al., 1996 ; Farias et al., 2000), suivie d’une spéciation à l’intérieur de la Grande Ile. Smith et al. (1994) explique que les Cichlidés de Madagascar et de l’Inde se divergent des Cichlidés africo-néotropicaux, et leur spéciation s’est effectuée après le détachement du subcontinent India-Madagascar durant le Jurassique (il y a 150 millions d’années). Et la séparation de Madagascar et l’Inde ne s’est produite que pendant le Crétacé supérieur (il y a 65 millions d’années). Ainsi, les caractères spécifiques des Etroplinés ont été acquis après la séparation du subcontinent India-Madagascar du reste du Gondwana mais les genres qui en découlent de l’évolution ne se sont spécifiés qu’au Crétacé supérieur. L’espèce Paretroplus polyactis est exclusivement orientale et est typique de l’ancêtre des Etroplinés (de Rham & Nourissat, 2004). Par rapport aux autres espèces de Paretroplus étudiées, Pe. polyactis aurait la moins évoluée. Ceci peut s’expliquer aussi par le fait qu’elle ne colonise que la partie Est de l’Ile et que cette partie est celle liée à l’Inde (de Rham & Nourissat, 2004). Ainsi, cette espèce n’avait pas besoin de fournir des efforts d’adaptation face au changement d’habitats et a conservé plusieurs caractères plésiomorphiques. Les autres espèces Pe. maculatus et Pe. loisellei se sont rapidement évoluées avec une évolution divergente de la forme ancestrale. Différemment de toutes les espèces étudiées, même si Pe. maculatus est présente à Nosy Be, les individus qui s’y trouve sont identiques à ceux présents à la partie Ouest de la Grande Ile. L’étape d’évolution ayant donné cette epèce se serait produit avant sa colonisation de ces différentes localités, c’est-à-dire avant le détachement de Nosy Be de la Grande Ile. L’arbre phylogénétique est instructif sur la direction et la taille de l’évolution des différents taxa de la famille des Cichlidés et ainsi d’avoir déjà une idée sur les probabilités ultérieures de spéciations.

III.2. Qualité des habitats et préférence des espèces La température agit directement sur la survie et la répartition géographique des poissons. Lors de cette étude, les résultats obtenus dans toutes les stations ont des valeurs de température d’eau tiède entre 17°C et 27°C (Kiener, 1963). Le pH est un facteur représentatif

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de l'acidité et de la basicité de l'eau. D'après les valeurs de moyenne du pH obtenues, les eaux possèdent un pH très varié (entre 5,83 et 8,6). Ces chiffres correspondent tout de même aux valeurs standards de pH compatible à la vie des poissons et qui sont comprises entre 5 et 9 (Schaperclaus, 1962 ; Rabenandrasana, 1998). L'oxygène dissous est le facteur principal assurant la vie des poissons. La valeur de la conductivité est très variable pour les sites d’étude : les drainages de la côte Est de Madagascar (Canal des Pangalanes, Ambila) ont une valeur très élevée allant jusqu’à 100 fois celle de la partie Nord-Ouest de l’Ile. Sparks & Stiassny (2008) remarquait que les rivières de l’Est présentent une conductivité plus élevée que celles de l’Ouest, mais la quantité d’O 2 dans les drainages de ces deux versants opposés est à peu près similaire. Les étangs à Andapa figurant dans la partie orientale de Madagascar ne possèdent pas cette valeur élevée de conductivité, ceci serait dû à l’éloignement de ces sites par rapport à la mer et leur emplacement en haute altitude. L’espèce Paratilapia polleni ss est uniquement collectée dans la partie Nord (lacs de Nosy Be et les étangs à Andapa). Ceci confirme l’affirmation de Loiselle (2005) et Kiener (1963) que cette espèce est exclusivement lacustre à Nosy Be, se trouve dans les plans d’eau isolés par rapport à la mer et situés à haute altitude. Contrairement à P. polleni ss et P. sp. Nosy Be, Pe. polyactis et Pt. grandidieri ont été capturés dans le Canal des Pangalanes caractérisé par une conductivité élevée. La présence de ces espèces dans de tel habitat est justifiée par le fait qu’elles peuvent vivre en permanence en estuaires, eaux très chargées en matières organiques et possèdent un taux de salinité élevé (de Rham & Nourissat, 2004).

III.3. Menaces actuelles et actions de conservation entreprises Benstead et al. (2000) considèrent que trois facteurs principaux sont les causes de l’état de l’ichtyofaune malgache. Il s’agit de la dégradation des habitats aquatiques due au déboisement, de la sur-pêche et enfin de la compétition et/ou de la prédation avec les espèces introduites. Sparks & Stiassny (2008) ajoute à cette liste le manque de connaissances sur la répartition géographique et sur la composition et statut taxonomique ; en somme, sur une méconnaissance de la biologie de la majorité des espèces. Quelques 23 espèces allochtones ont été délibérément introduites dans les systèmes dulçaquicoles de l’Ile depuis le milieu du XIXe siècle, sans compter un certain nombre d'espèces relâchées accidentellement par les aquaculteurs au cours des dernières décennies (Reinthal & Stiassny, 1991 ; Benstead et al. 2000). Tous les grands lacs de Madagascar sont à présent infestés spécialement par le fibata asiatique (Channa maculata ). Des espèces comme Pe. maculatus frisent à présent à

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l’extinction par ces effets négatifs cumulés, mais surtout en raison de la prédation importante du fibata. Cette espèce est passée du statut « En danger » (CAMP, 2002) au statut « Critiquement en danger » (http://www.iucnredlist.org.). En ce qui concerne le statut de vulnérabilité des différentes espèces comme Ptychochromis grandidieri et Paretroplus polyactis, considérées auparavant comme étant vulnérables, ont actuellement retrouvées une meilleure sécurité et sont devenues «Préoccupation mineure» (http://www.iucnredlist.org.). Or, ces espèces rencontrées dans le Canal des Pangalanes sont difficiles à évaluer, vu leur grande répartition. Vu la grande consommation actuelle de ces espèces de poissons, reflétée par un nombre important présent sur le marché (Figure 11) et l’achat très prisé spécialement de ces espèces, une diminution en taille de la population de ces espèces existerait. Ainsi, une influence sur leur sécurité est envisageable. De plus, comme Pe. sp. Lokoho est une espèce nouvelle à localisation restreinte, un statut « Vulnérable » de cette espèce serait fort probable. Pour d'autres parties de l'Ile, l’endémisme régional est élevé, plus particulièrement dans les régions du Nord-Ouest et de l’Est de l’Ile (Sparks & Reinthal. 1999 ; Sparks, 2004). De telles distributions extrêmement localisées et une diversité régionale concentrée ont pour conséquence une vulnérabilité particulière de l’ichtyofaune malgache. Paratilapia polleni ss et Ptychochromis oligacanthus ss ont été considérées comme vulnérable et même si les actions de conservation sont entreprises, ce statut serait encore maintenu. La présence de P. sp. smallspots Manombo à l’intérieur de l’aire protégée de Manombo fait stagner le statut de cette espèce en « Vulnérable ». Il est à noter que la plupart des bassins-versants de Madagascar sont généralement exclus de la protection même s’ils sont entourés par des terrains protégés. Face à de telle situation, des actions sont entreprises, à citer : la sonnette d´alarme tirée par les scientifiques en argumentant sur l’intérêt scientifique et les valeurs économiques de plusieurs espèces. Spécialement pour les lacs de Nosy Be, des chercheurs pensent que la grande île satellite de Nosy Be étant vierge de prédateurs allochtones, serait une des plus hautes priorités de conservation (Loiselle, 2005 ; de Rham & Nourissat, 2004), une action de conservation tenant en compte les projets de gestion rationnelle des eaux des lacs. Après cette étude, l'observation de plusieurs espèces endémiques et nouvelles occupant ces lacs et des recherches ultérieures qui méritent d`être effectuées sont des arguments en plus pour conserver ces écosystèmes lacustres de Nosy Be.

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Un autre type d'action de conservation est mise en application à Andapa, dans le centre APPA dirigé par Guy TAM HYOK et des pisciculteurs locaux. Leur action vise à faire une reproduction en captivité de quelques espèces endemiques de poissons d’eau douce, dont l’espèce pilote est le Paratilapia polleni ss vu que cette espèce a été considérée comme éteinte à Andapa. Cette reproduction en captivité est suivie d’une ré-introduction des alevins dans les habitats naturels.

Figure 11 : Paretroplus polyactis et Ptychochromis grandidieri vendues au marché de Toamasina avec les cichlidés introduites (Photo Randrianiaina, 2014)

Un élevage en captivité est aussi effectué pour des fins commerciales dans ce centre. L’espèce Ptychochromis loisellei , très récemment décrite, porte déjà le statut de «En danger», mais les efforts entrepris par l'APPA pourraient ramener cette espèce vers un statut moins critique. De même, Paretroplus loisellei fait partie des espèces à aire de répartition très restreinte et porte le statut de « Vulnérable » mais à cause des pressions humaines qui pèsent sur cette espèce, son statut serait actuellement «En danger» jusqu’à ce qu’une ré-introduction massive de cette espèce dans leur habitat naturel soit effectuée. Loiselle (2006) renforce l´idée de reproduction en captivité suivi de la réintroduction d’espèces indigènes. Malgré ces actions, la conservation des espèces de poissons d´eau douce s’avère insuffisante et par conséquent, des espèces disparaissent encore peu à peu. Une action de protection anticipée des écosystèmes dulçaquicoles vulnérables de l’Ile devrait s’ajouter aux actions déjà en cours

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d’éxécution tel : l’empoissonnement des lacs et rivières pour une réduction en nombre des espèces allogènes dévastatrices et la réintroduction d’espèces indigènes.

III.4. Limites de la méthodologie et solutions adoptées Quelques points ont été relevés comme étant des limites de la méthodologie adoptée et ne permettant pas d’obtenir par la suite des résultats plus pertinents. A cause de la lacune en moyens de réalisation, le nombre de sites de collecte est restreint, et la diversité spécifique est par conséquent faible. Un recours à l’utilisation des spécimens déjà collectés antérieurement a été effectué (que ce soit des matériels génétiques ou des échantillons de spécimens). Cette solution prise a induit à une non-conformité des spécimens utilisés dans les études génétiques et ceux dans les études morphologiques. Pour en faire face, une espèce utilisée en étude génétique a été représentée en étude morphologique mais la diversité spécifique qui résulte de ces deux études est différente à cause des localités de collecte différentes. La classification morphologique montre l’existence de huit espèces tandis que la systématique moléculaire démontre la présence de douze espèces, ceci suppose la présence d’espèce cryptique. Aussi, vu que les descentes sur le terrain ont été réalisées par différentes personnes, des données comme les paramètres abiotiques de l’eau ne sont pas toujours disponibles. Ainsi, l’interprétation des résultats n’est que très partiellement basés sur ces données. L’étude anatomique requérant beaucoup de temps et un nombre élevé de spécimens pour la dissection n’a pas été réalisée faute de disponibilité. Face à cela, l’étude morphologique a été réalisée dans toutes ses facettes (étude des caractères et états des caractères, étude des caractères morphométriques et méristiques renforcée par des analyses statistiques), afin d’obtenir des résultats fondés. Aussi, faute de ces caractères anatomiques, le nombre de caractères utilisés pour la construction du dendrogramme est limité et ne permettraient pas de bien subdiviser les espèces. Concernant cette construction de dendrogramme, à cause de la méconnaissance de certains caractères primitifs des Cichlidés qui devraient porter le code 0, le codage de quelques états de caractères ont été fait dans l’ordre croissant ou de l’absence vers la présence. Quelques échantillons génétiques ont rencontré des contaminations lors de l’extraction de la portion d’ADN ou même pendant la collecte. Ces opérations sus-mentionnées sont très délicates et une faute de manipulation induit en erreur. A cause de ces contaminations, le nombre de séquences disponibles a été réduit. Pour toutes les espèces, l’utilisation de « GenBank » a été optée pour vérifier leurs identités et confirmer leurs interrelations familiales.

46

CONCLUSION ET RECOMMANDATIONS

La présente étude a permis de ressortir à quel point les études morphologiques seules, pour effectuer une classification des espèces de Cichlidés endémiques, sont très incomplètes. D’après les résultats morphologiques, seulement une petite différenciation au niveau genre est obtenue et dont le lien intra-genre n’est pas totalement conforme à la systématique moléculaire. Les objectifs sont atteints en dépit des petites difficultés rencontrées lors du travail et les diverses limites méthodologiques. Aussi, les caractéristiques des habitats ainsi que l’emplacement géographique sont déterminants pour les différentes espèces étudiées ne citant que le niveau de conductivité de l’eau et l’éloignement par rapport à la mer. En totalité, pour les trois genres de Cichlidés endémiques étudiés ( Ptychochromis, Paratilapia et Paretroplus ), onze espèces ressortent de l’étude génétique. L’arbre phylogénétique confirme l’appartenance de ces genres à un même ancêtre. Il classifie le genre Paretroplus comme groupe frère des deux autres, Paratilapia et Ptychochromis . Pour le genre Ptychochromis, quatre espèces sont issues du genre : Pt. oligacanthus ss, Pt. sp. Nosy Be , Pt. grandidieri et Pt. loisellei. Paratilapia largespots est de deux sortes dans le lac Amparihibe. L’autre espèce P. sp. smallspots Est est rencontrée dans deux localités : Manombo et Nosivolo. D’après l’analyse génétique, quatre espèces de Paretroplus ont été obtenue : Pe. loisellei qui est une espèce soeur des trois autres, Pe. polyactis , Pe. sp. Lokoho et Pe. maculatus . Grâce à cette étude génétique, plusieurs points ont été éclairés tel : le sens de l’évolution des différentes espèces étudiées, la relation intrafamiliale entre-elles et l’identité de différentes espèces, qui ont été auparavant considérées identiques. Au total, quatre nouvelles espèces ont été découvertes : Paratilapia sp. Nosy Be , Paratilapia sp. Est , Ptychochromis sp. Nosy Be , et Paretroplus sp. Lokoho. Le dendrogramme de caractère pour les Cihlidés, à caractères très peu différenciés, ne permet pas d’avoir un regroupement très évident des différentes espèces. Ainsi, les 45 caractères morphologiques et phénotypiques étudiés n’ont pas permis de spécifier correctement les liens entre les genres. En ce qui concerne les caractères morphologiques comptés et mesurés, en les nageoires et la hauteur du corps résident les principales différences des différents groupes que ce soient entre les genres ou interspécifiques. Les études morphologiques et méristiques, associées aux analyses statistiques ont fait ressortir les caractères diagnostiques permettant de différencier les trois genres. Une clé d’identification des espèces basée sur ces différences ne serait pas très pratique. De plus, pour de différentes espèces où aucune différence significative n’a été observée ne renseignent en rien sur les critères distinctifs entre ces espèces à comparer. La 47

génétique révèle l’existence ou non d’une diversité spécifique face à des différences morphologiques observées sur des individus. Pour conlure, la systématique moléculaire est une méthode fiable et informative pour étudier l’évolution d’un taxon donné et le lien entre ses membres. Les résultats des recherches de biologie moléculaire apportent leur concours à la séparation des espèces appartenant à un même genre et aussi de résoudre les problèmes tel que la complexité. A elle seule, l’étude morphologique est inssuffisante pour déterminer l’identité d’une espèce donnée ni d’élaborer une classification taxonomique. A titre de recommandations pour les recherches futures, voici quelques propositions : - associer les descriptions morphologiques, anatomiques et l’étude biogéographique avec l’étude moléculaire pour élaborer une clé de détermination au niveau espèce ; - procéder à une recherche plus approfondie sur les genres Paratilapia et Ptychochromis des lacs de cratère de Nosy Be et Paretroplus de Lokoho et du Canal de Pangalanes ; - étendre la recherche : dans d’autres localités où l’on peut rencontrer des spéciations (exemple des autres lacs de cratère de Nosy Be non visités) et avec des individus de la même classe d’âge ; - augmenter le nombre de genres de Cichlidés endémiques à étudier, voire même une étude combinée des cinq genres endémiques (Oxylapia , Paratilapia , Paretroplus , Ptychochromis et Ptychochromoïdes ) ; - considérer les écosystèmes pour une meilleure connaissance de l’espèce étudiée ; - à part la génétique, tenir en compte la répartition (ou distribution) géographique de l’espèce pour une meilleure compréhension de l’évolution. Pour des programmes de conservation futurs, les suggestions suivantes sont proposées : - Elaborer un programme de conservation des espèces endémiques ; ou s’il existe déjà, comme le cas de l’élevage en captivité dans le centre APPA à Andapa, effectuer des recherches sur le mode de vie des espèces élevées en captivité et faire un suivi lors de leur réintroduction dans leur habitat naturel ; - Faire des recherches en fonction de l’évolution de l’environnement actuel ; approfondir les connaissances des espèces surtout celles menacées d’extinction et mettre à jour les données pour une meilleure conservation ; - Effectuer des actions de protection anticipée des écosystèmes dulçaquicoles vulnérables de l’Ile, même si les individus de poissons s’y trouvant ne sont pas encore menacés.

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ANNEXE I

Liste des spécimens d’étude et lieux de collecte

N° du N° de collection Nom d’espèce Lieu de collecte du spécimen Spécimen Tissu spécimen A01 - Pe. polyactis Rivière à Maroantsetra X A02 - Pe. polyactis Rivière à Maroantsetra X A09 - Pt. grandidieri Canal des Pangalanes, Ambila X B7 - Pt. sp. Nosy Be Lac2 X RDR 0251 UADBA-P 80204 Pe. maculatus Lac Antafia X RDR 0252 UADBA-P 80205 Pe. maculatus Lac Antafia X RDR 0253 UADBA-P 80206 Pe. maculatus Lac Antafia X X RDR 0254 UADBA-P 80207 Pe. maculatus Lac Antafia X X RDR 0753 UADBA-P 80697 Pt. oligacanthus ss Lac Antsahamanavaka X RDR 0754 UADBA-P 80698 Pt. oligacanthus ss Lac Bemapaza X RDR 0760 UADBA-P 80704 Pt. oligacanthus ss Lac Antsidihy X RDR 0761 UADBA-P 80705 Pt. oligacanthus ss Lac Antsidihy X RDR 0763 UADBA-P 80707 Pt. oligacanthus ss Lac Antsidihy X RDR 0776 UADBA-P 80720 Pt. oligacanthus ss Lac Ambalavato X RDR 0784 UADBA-P 80728 Pt. sp. Nosy Be Lac Anjavibe X X RDR 0785 UADBA-P 80729 Pt. sp. Nosy Be Lac Anjavibe X X RDR 0786 UADBA-P 80730 Pt. sp. Nosy Be Lac Anjavibe X X RDR 0787 UADBA-P 80731 Pe. maculatus Lac Amparihibe X RDR 0788 UADBA-P 80732 P. sp. Nosy Be Lac Amparihibe X X RDR 0789 UADBA-P 80733 P. sp. Nosy Be Lac Amparihibe X RDR 0790 UADBA-P 80734 P. sp. Nosy Be Lac Amparihibe X X RDR 0791 UADBA-P 80735 P. sp. Nosy Be Lac Amparihibe X X RDR 0792 UADBA-P 80736 P. sp. Nosy Be Lac Amparihibe X X RDR 0793 UADBA-P 80737 P. polleni ss Lac Amparihibe X X RDR 0794 UADBA-P 80738 P. sp. Nosy Be Lac Amparihibe X RDR 0796 UADBA-P 80740 P. sp. Nosy Be Lac Amparihibe X RDR 0803 UADBA-P 80747 P. polleni ss Lac Amparihibe X X RDR 0804 UADBA-P 80748 Pt. sp. Nosy Be Lac Amparihibe X X RDR 0805 UADBA-P 80749 Pt. sp. Nosy Be Lac Amparihibe X X RDR 0806 UADBA-P 80750 Pt. oligacanthus ss Lac Amparihibe X X Pachypanchax RDR 0809 UADBA-P 80753 Ruisseau de Djabala X omalonotus RDR 1190 - P. sp . smallspots Rivière de Nosivolo X RDR 1191 - P. polleni ss Etang de l’APPA X RDR 1198 UADBA-P 81023 P. polleni ss Etang de l' APPA X RDR 1199 UADBA-P 81024 P. polleni ss Etang de l' APPA X X RDR 1200 UADBA-P 81025 Pe. loisellei Etang de l' APPA X X RDR 1201 UADBA-P 81026 Pe. loisellei Etang de l' APPA X RDR 1202 UADBA-P 81027 Pe. loisellei Etang de l' APPA X RDR 1203 UADBA-P 81028 Pe. loisellei Etang de l' APPA X RDR 1208 UADBA-P 81033 Pe. sp. Lokoho Etang de l' APPA X X RDR 1209 UADBA-P 81034 Pe. sp. Lokoho Etang de l' APPA X X RDR 1210 UADBA-P 81035 Pt. loisellei Etang de l' APPA X X RDR 1211 UADBA-P 81036 Pt. loisellei Etang de l' APPA X X RDR 1212 UADBA-P 81037 Pt. loisellei Etang de l' APPA X X RDR 1213 UADBA-P 81038 Pt. loisellei Etang de l' APPA X X RDR 1214 UADBA-P 81039 Pt. loisellei Etang de l' APPA X RDR 1224 UADBA-P 81049 Pe. loisellei Etang de l' APPA X

I

RDR 1225 UADBA-P 81050 P. polleni ss Etang Antsahameloka X X RDR 1226 UADBA-P 81051 P. polleni ss Etang Antsahameloka X X RDR 1227 UADBA-P 81052 P. polleni ss Etang Antsahameloka X RDR 1276 UADBA-P 81095 Pe. polyactis Canal des Pangalanes, Tapakala X RDR 1277 UADBA-P 81096 Pe. polyactis Canal des Pangalanes, Tapakala X RDR 1278 UADBA-P 81097 Pe. polyactis Canal des Pangalanes, Tapakala X RDR 1296 UADBA-P 81109 Pt. grandidieri Canal des Pangalanes, Embouchure X RDR 1351 UADBA-P 81123 Pt. grandidieri Rivière Amboditandroho X RDR 1352 UADBA-P 81124 Pt. grandidieri Rivière Amboditandroho X RDR 1362 UADBA-P 81131 Pt. grandidieri Canal des Pangalanes X RDR 1366 UADBA-P 81135 Pe. polyactis Canal des Pangalanes X RDR 1367 UADBA-P 81136 Pe. polyactis Canal des Pangalanes X ZCMV 0408 - P. sp . smallspots Manombo X TOTAL 42 42 - : spécimen absent X : présent

II

ANNEXE II

Figures des différents matériels utilisés

III

ANNEXE III

Modèle d’une fiche de collecte

Collecteur Numero Date

Espèce Nom vernaculaire

Sexe Age

Coordonnées géographiques Localité Poids (g)

Observations: ‹ Forme nageoire Mesures morphométriques caudale : (mm) ‹ Forme du corps : o homocerque o anguilliforme o hétérocerque LT o très allongé § arrondie o allongé § tronquée LS o petit ou moyen § concave o élevé § croissant HC o très élevé § forchue § pointue lC § absente Lt

Ht

lt

lB

LB

Observations de la tête dO

‹ Bouche : ‹ Bosse: lLO § machoires égales, développées § absent § machoires égales, prolongées § peu développée LPreO § supérieure § développée LPosO § sub-inférieure § inférieure o après l’oeil (moitié) LPreD o après l’oeil (première moitié) o après l’oeil (seconde moitié) LPreA o avant l’oeil § protractile LPrePc § inférieure à disque adhésif LPrePi

LD/HD

LPi/HPi

LPc/HPc

LA/HA

LPC

IV

HPC

dPiA

Observations des nagoires dPcA

§ n. pectorale et n. pelvienne ne se coupent pas dPcPi § n. pectorale arrive à la base de n. pelvienne § n. pectorale arrive à la moitié de n. pelvienne dDA § n.pectorale et n.pelvienne ont meme niveau d’insertion o rayons durs de la n.dorsale suivis de rayons mous Distance (mm) o deux n. dorsale séparées o deux n. dorsale contigues dBD ∂ bord de la n. dorsale droit ∂ concave dBPc ∂ arrondi ∂ filamenteux dBPi

dBA

dPcPi

dPcA

dPcC

dPcD

dPiC

Coloration dPiA

dPiD

dDA

dDC

dAC

Meristique

Remarques Dorsal

Anal

NeLLo

NeLLaS/NeLLaI

NeO

V

ANNEXE IV

Désignations et codes des caractères morphologiques et phénotypiques

Caractères 0 1 2 3 4 5 6 7 élancé trapu 1 Profil court ou moyen serpentiforme Très élevé (<2) élevé (2-3) allongé (4-6) très allongé (7-10) 2 Forme du corps (3-4) (12-18) comprimé plus ou moins comprimé dorso- aplatie 3 Section transversale latéralement arrondi ventralement absent peu développée développée 4 Bosse sur la tête ≤ 35% plus de 35% 5 Longueur de la tête ≤ 17% plus de 17% 6 Largeur de la tête non écaillé écaillé 7 Opercule il n'y a pas il y a 8 Dimorphisme sexuelle inférieure sub-inférieure terminale supérieure 9 Position de la bouche becs supérieurs et bec inferieur bec supérieur inferieur en même avancé avancé 10 Terminaison des mâchoires niveau sous l'œil sous l'œil (au sous l'œil (second avant l'œil derrière l'œil 11 Limite de la mâchoire (première moitié) milieu) moitié) ≤ 8% plus de 8% 12 Longueur de la bouche absente présente 13 Œil latérale dorso-latérale dorsale 14 Position des yeux ≤ 26 plus de 26 15 taille des yeux un deux, bien séparées deux, soudées 16 Nombre des nageoires dorsales droit concave rond filamenteux 17 Bord de la nageoire dorsale toutes dures toutes molles molles et dures 18 Epines des nageoires dorsales ≤ 17 18 à 23 plus de 23 19 Hauteur de la nageoire dorsale ≤ 15 plus de 15 20 Nombre des rayons durs de la nageoire dorsale Nombre des rayons mous de la nageoire ≤ 12 plus de 12 21 dorsale VI

22 Forme nageoire caudale échancrée tronquée hétérocerque arrondie effilée trilobée concave fourchue ≤ 70 plus de 70 23 Longueur pré-anale 3 plus de 3 24 Nombre des rayons durs de la nageoire anale ≤ 17 17 à 29 plus de 29 25 Longueur de la base de la nageoire anale séparées soudées à la base 26 Disposition des deux nageoires ventrales ≤ 7 plus de 7 27 Rapport long de base n pectorale sur LS Insertion nageoire dorsale par rapport aux avant même niveau arrière 28 nageoires pectorales Insertion nageoire pelviennes par rapport aux avant même niveau arrière 29 nageoires pectorales Insertion nageoire pectorale par rapport à Au-dessous de la bien séparée 30 l'opercule limite de l'opercule 2, inférieure et non aperçue 1 31 Ligne latérale supérieure incomplète interrompue complète 32 Caractéristique da la ligne latérale très longue plus de courte ≤ 14 e 33 Longueur de la ligne latérale inférieure 14 e courte ≤ 18 e longue plus de 18 34 Longueur de la ligne latérale supérieure petites même taille 35 Ecailles entre pectorales et pelviennes courte ≤ 13 longue plus de 13 36 Pédoncule caudale peau non pigmentée peau pigmentée 37 Couleur LPreO et LPosO LPreO plus petite LPreO plus grande 38 LPreO et LPosO même longueur Tête plus Tête moins tête et corps de comprimée comprimée même épaisseur 39 Largeur de la tête et largeur corps latéralement latéralement Hauteur de la tête par rapport à hauteur du tête moins élevée tête plus élevée que égal 40 corps que le corps le corps ≤ 50% plus de 50% 41 base de la nageoire dorsale ≤ 10 plus de 10 42 Nombre de rayons mous de la nageoire anale ≤ 40 plus de 40 43 Distance entre insertion dorsale et anale ≤ 30 plus de 30 44 Distance entre insertion pectorale et anale ≤ 20 plus de 20 45 Distance entre insertion pelvienne et anale

VII

ANNEXE V : Séquences issues de la Banque de gènes « GenBank »

Nom de l’espèce dans Genbank, Séquence analysée matériel utilisé pour l’analyse et auteur

CCTTTATCTAGTATTTGGTGCTTGAGCTGGAATAGTCGGCACTGCATTGAGCCTCCTAATCCGGGCGGAATTAAGCCAACCGGGCTCTCTTCTTGGAGATGATCAAATTT ACAATGTGATCGTAACTGCACACGCCTTTGTAATAATCTTCTTTATAGTAATACCAATCATGATTGGGGGTTTCGGAAACTGATTAATCCCCCTTATGATTGGAGCCCCTG AY263884.1 Paratilapia sp. Est ATATAGCCTTCCCCCGAATAAATAATATGAGCTTCTGACTTCTCCCACCATCATTTCTTCTCCTCTTAGCCTCTTCAGGCGTTGAAGCTGGGGCTGGAACAGGATGAACTG Cytochrome oxidase sous-unité I (COI) TCTATCCCCCTTTAGCAGGCAACCTGGCCCACGCTGGCCCATCTGTTGATTTAACAATTTTCTCCCTTCATCTGGCCGGAGTCTCCTCTATCCTGGGGGCTATTAATTTTAT Sparks TACTACAATTATTAATATAAAACCTCCTGCTATCTCACAGTACCAAACACCTCTCTTTGTCTGATCTGTTCTTATTACGGCCGTTCTCCTTCTCCTCTCTCTCCCAGTTCTTG

CCGCCGGCATTACTATACTTCTGACAGACCGAAATCTTAACACAACCTTTTTCGACCCTGCAGGAGGGGGCGATCCTATTCTGTACCAGCAC

CCTTTATCTAGTATTTGGTGCTTGAGCTGGAATAGTCGGCACTGCATTGAGCCTCCTAATCCGGGCGGAATTAAGCCAACCGGGCTCTCTTCTTGGAGATGATCAAATTT ACAATGTGATCGTAACTGCACACGCCTTTGTAATAATCTTCTTTATAGTAATACCAATCATGATTGGGGGTTTCGGAAACTGATTAATCCCCCTTATGATTGGAGCCCCTG AY263885.1 Paratilapia sp. 'Manombo' ATATAGCCTTCCCCCGAATAAATAATATGAGCTTCTGACTTCTCCCACCATCATTTCTTCTCCTCTTAGCCTCTTCAGGCGTTGAAGCTGGGGCCGGAACAGGATGAACTG Cytochrome oxidase sous-unité I (COI) TCTATCCCCCTTTAGCAGGCAACCTGGCCCACGCTGGCCCATCTGTTGATTTAACAATTTTCTCCCTTCATCTGGCCGGAGTCTCCTCTATCCTGGGGGCTATTAATTTTAT Sparks TACTACAATTATTAATATAAAACCTCCTGCTATCTCACAGTACCAAACACCTCTCTTTGTCTGATCTGTTCTTATTACGGCTGTTCTCCTTCTCCTCTCTCTCCCAGTTCTTG CCGCCGGCATTACTATACTTCTGACAGACCGAAATCTTAACACAACCTTTTTCGACCCTGCAGGAGGGGGCGA TCCTATTCTGTACCAGCAC

GCTAACGTAGCTTAACTAAAGCATAACACTGAAGATGTTAAGACGGACCCTAGAAAGGTCCCGTAGGCACAAAGGCTTGGTCCTGACTTTACTGTCAACTCTAACTAAA CTTACACATGCAAGTATCCGCCCCCCTGTGAGAATGCCCCACAGTTCCCCCTCCGGAACAAGGAGCTGGTATCAGGCACACCCTTCTGTAGCCCATGACACCTTGCTTAG AP009508.1 Paratilapia polleni CCACACCCTCAAGGGAATTCAGCAGTGATAGACATTAAGCCATAAGTGAAAACTTGACTTAGTTAAAGCCACAAAGGGCCGGTAAAACTCGTGCCAGCCACCGCGGTT ATACGAGAGGCCCAAGTTGATAGACACCGGCGTAAAGAGTGGTTTGGGACCACCCTAAAACTAAAGTCGAACACCTTCAGAACTGTTATACGTTTACCGAAGGTAAGA ADN mitochondrial AGCCCCACCACGAAAGTGACTTTATCTTCCCCGACCCCACGAAAGCTGTGAAACAAACTGGGATTAGATACCCCACTATGCCCAGCCCTAAACTTTGATAGCGCCCTAC Azuma, Kumazawa, Miya, Mabuchi & ACCCGCTATCCGCCCGGGAACTACGAGCATTAGCTTGAAACCCAAAGGACTTGGCGGTGCTTTAGATCCACCTAGAGGAGCCTGTTCTAAAACCGATAACCCCCGTTAA Nishida ACCTCA

CCTCTATCTAGTATTTGGTGCTTGAGCCGGAACAGTAGGAACCGCACTAAGCTTGCTAATCCGAGCAGAACTAAGCCAGCCAGGCTCACTTCTAGGGGACGACCAAATC TATAATGTTATTGTTACCGCACATGCATTTGTAATAATTTTCTTTATAGTAATACCAATTATGATTGGGGGCTTTGGGAACTGACTAGTTCCCTTAATAATTGGTGCCCCT AY662776.1 Ptychochromis sp. Nord- GACATGGCCTTTCCTCGTATGAACAACATAAGCTTTTGACTTCTTCCTCCGTCATTTCTTCTCCTCCTAGCTTCTTCAGGGGTGGAAGCCGGGGCTGGGACAGGCTGAACT est 'Garaka' GTTTCCCCCCTCTGGCAGGCAATCTGGCACATGCAGGACCATCCGTCGACCTAACCATCTTTTCCCTACATCTGGCGGGTGTCTCCTCATTTTAGGTGCTATTAACTTTAT Cytochrome oxidase sous-unité I (COI) TACTACAATTATTAATATAAAACCCCCCGCCATCTCACAATATCAGACCCCTCTCTTCGTTTGATCCGTTCTAATTACAGCCGTCCTTCTCCTACTCTCCCTTCCAGTCCTT Sparks & Smith GCAGCTGGTATTACTATACTATTAACCGATCGAAACCTGAATACCACCTTCTTCGACCCTGCAGGAGGAGGTGA TCCTATCCTATACCAACAC

CCTCTATCTAGTATTTGGTGCTTGAGCCGGAATAGTAGGAACCGCACTAAGCTTACTAATCCGAGCAGAACTAAGCCAACCAGGCTCACTCCTGGGGGACGACCAAATC TATAATGTTATTGTTACCGCACATGCATTTGTAATAATTTTCTTTATAGTAATACCAATTATGATCGGAGGCTTTGGGAACTGACTAGTTCCATTAATAATTGGTGCCCCC AY263878.1 Ptychochromis grandidieri GACATGGCCTTTCCTCGTATGAACAACATAAGCTTTTGACTTCTTCCTCCATCATTTCTCCTCCTCCTAGCTTCCTCAGGGGTGGAAGCCGGGGCTGGCACAGGCTGAACT Mananjary (Sud- est) GTTTACCCTCCTCTGGCAGGTAATCTCGCACATGCAGGGCCATCCGTCGACTTGACCATCTTTTCTCTACATCTGGCGGGTGTCTCCTCTATCTTAGGGGCCATCAACTTT Cytochrome oxidase sous-unité I (COI) ATTACTACAATTATTAATATAAANCCCCCCGCTATCTCACAATACCAGACCCCTCTCTTCGTTTGATCCGTTCTAATTACAGCTGTGCTACTCCTACTCTCCCTCCCAGTCC Sparks TTGCAGCTGGAATTACTATACTACTAACCGACCGAAACCTAAATACTACCTTCTTCGACCCTGCAGGAGGAGGAGA CCCTATTCTATACCAGCAC

CCTCTATCTAGTATTTGGTGCTTGAGCCGGAATAGTGGGAACCGCACTAAGCTTACTAATCCGAGCAGAACTAAGCCAGCCAGGCTCTCTCCTAGGAGACGACCAAATC AY263874.1 Ptychochromis oligacanthus TATAATGTCATTGTTACCGCACATGCATTTGTAATAATTTTCTTTATAGTAATACCATTATGATTGGAGGTTTTGGGAACTGACTAGTCCCCTTAATAATTGGCGCCCCCG Mananjeba (Nord-ouest) ATATGGCCTTCCCTCGTATGAATAACATAAGCTTTTGACTTCTCCCTCCATCATTTCTCCTCCTCCTTGCTTCCTCAGGGGTGGAAGCTGGGGCTGGCACAGGCTGAACTG TTTACCCCCTCTGGCAGGCAATCTGGCACATGCAGGACCATCCGTCGACCTAACAATCTTTTCCCTTCATCTGGCGGGTGTCTCCTCCATTTTAGGGGCTATCAATTTTAT Cytochrome oxidase sous-unité I (COI) TACTACTATTATTAATATAAAACCCCCAGCTATCTCACAATATCAAACCCCTCTCTTCGTTTGATCCGTTCTAATTACAGCCGTCCTGCTCCTACTTTCCCTTCCAGTCCTT Sparks. GCAGCTGGTATTACAATACTATTAACAGATCGAAACCTGAATACTACCTTCTTCGACCCTGCAGGGGGAGGAGA TCCTATCCTATACCAACAC

VIII

AY263873.1 Ptychochromis oligacanthus Nosy be CCTCTATCTAGTATTTGGTGCTTGAGCCGGAATAGTGGGAACCGCACTAAGCTTACTAATCCGAGCAGAACTAAGCCAGCCAGGCTCTCTCCTAGGAGACGACCAAATC TATAATGTCATTGTTACCGCACATGCATTTGTAATAATTTTCTTTATAGTAATACCATTATGATTGGAGGTTTTGGGAACTGACTAGTCCCCTTAATAATTGGCGCCCCCG ATATGGCCTTCCCTCGTATGAATAACATAAGCTTTTGACTTCTCCCTCCATCATTTCTCCTCCTCCTTGCTTCCTCAGGGGTGGAAGCTGGGGCTGGCACAGGCTGAACTG Cytochrome oxidase sous-unité I (COI) TTTACCCCCTCTGGCAGGCAATCTGGCACATGCAGGACCATCCGTCGACCTAACAATCTTTTCCCTTCATCTGGCGGGTGTCTCCTCCATTTAGGGGCTATCAATTTTATT Sparks ACTACTATCATTAATATAAAACCCCCAGCTATCTCACAATATCAAACCCCTCTCTTCGTTTGATCCGTTCTAATTACAGCCGTCCTGCTCCTACTTTCCCTTCCAGTCCTTG

CAGCTGGTATTACAATACTATTAACAGATCGAAACCTGAATACTACCTTCTTCGACCCTGCAGGGGGAGGAGA TCCTATCCTATACCAACAC HQ702349.1 Paretroplus sp. Mahanara CCTTTATCTTGTATTCGGTGCTTGAGCTGGTATAGTGGGCACTGCTTTAAGTCTGCTTATTCGAGCAGAACTAAGCCAACCAGGCTCCCTTCTTGGAGACGACCAAATTTA 'ventitry' TAAKGTAGTCGTCACTGCACACGCTTTTGTAATAATTTTCTTTATAGTAATACCAATTATAATCGGAGGTTTTGGAAACTGGCTTGTCCCTTTAATAATTGGGGCTCCCGA CATAGCTTTTCCCCGAATAAACAACATGAGCTTCTGACTTCTCCCTCCCTCCTTCCTTCTCCTCTTAGCTTCTTCCGGTGTTGAAGCAGGGGCTGGAACCGGATGAACTGT Cytochrome oxidase sous-unité I (COI) ATACCCCCCTCTAGCAGGCAACCTAGCTCATGCAGGGGCCTCTGTTGACCTCACAATTTTTTCACTACATCTAGCAGGGGTTTCCTCCATCCTTGGGGCAATTAATTTTAT Sparks & Schelly CACTACCATCATTAACATAAAACCGCCTGCTATTTCCCAATACCAGACACCCCTCTTTGTCTGAGCGGTTCTTATTACTGCAGTCCTCCTCCTCCTTTCACTCCCCGTCTTA GCCGCCGGCATTACCATACTCTTAACCGATCGTAATCTAAATACAACCTTCTTTGACCCCGCARGAGGGGGAGA CCCAATTCTGTACCAACACC CCTTTATCTTGTATTTGGTGCTTGAGCTGGTATAGTAGGAACTGCTTTAAGCCTACTTATCCGGGCAGAACTAAGCCAACCGGGCTCTCTTCTCGGGGATGACCAGATTT AY662771.1 Paretroplus polyactis 'Nord' ATAATGTAATCGTTACTGCACACGCCTTTGTAATAATTTTCTTTATAGTAATACCAATTATGATTGGAGGCTTTGGAAACTGGCTCGTCCCCTTAATAATTGGAGCTCCTG ACATAGCCTTCCCCCGAATGAACAACATGAGCTTCTGGCTTCTCCCTCCCTCTTTTCTCCTCCTCTTGGCCTCTTCCGGCGTTGAAGCAGGTGCTGGAACCGGATGGACTG Cytochrome oxidase sous-unité I (COI) TATACCCCCCTCTAGCAGGTAATCTGGCCCATGCAGGAGCTTCCGTCGACCTCACAATTTTTTCCCTCCATTTAGCAGGTGTTTCCTCCATTCTTGGAGCCATCAATTTTAT Sparks & Smith TACAACTATTATTAACATAAAACCCCCTGCCATTTCCCAATACCAAACACCCCTCTTTGTATGAGCAGTCCTTATTACTGCAGTCCTCCTTCTCCTCTCATTACCCGTTTTA

GCCGCCGGCATTACTATACTACTAACCGATCGTAATCTAAATACAACCTTCTTTGACCCTGCAGGAGGAGGAGA CCCTATTTTATACCAACAC CCTTTATCTTGTATTTGGTGCTTGAGCTGGTATAGTAGGGACTGCTTTAAGCCTACTTATTCGGGCAGAACTGAGCCAACCGGGCTCCCTTCTCGGAGATGACCAGATCT AY263872.1 Paretroplus maculatus ATAATGTAATCGTTACTGCACACGCCTTCGTAATAATCTTCTTTATAGTAATACCAATTATAATTGGAGGCTTTGGAAATTGGCTCGTCCCTCTAATAATTGGCGCCCCTG Cytochrome oxidase sous-unité I (COI) ACATAGCCTTCCCCCGAATAAACAACATGAGCTTCTGGCTTCTCCCTCCCTCTTTCCTCCTCCTCTTGGCCTCTTCCGGCGTTGAAGCAGGCGCTGGAACCGGATGGACCG Sparks TTTATCCCCCTCTAGCGGGTAATCTAGCCCATGCAGGGGCTTCTGTCGATCTAACAATTTTTTCCCTTCATTTAGCAGGTGTCTCCTCCATTCTTGGGGCCATTAACTTTAT TACTACTATTATTAACATAAAACCCCCCGCCATTTCTCAGTACCAAACTCCCCTCTTTGTATGAGCAGTCCTAATTACTGCAGTCCTCCTTCTCCTCTCTCTGCCCGTTTTA GCCGCCGGCATTACTATGCTCTTAACCGATCGTAATCTAAATACAACCTTCTTTGATCCCGCAGGAGGAGGAGA CCCAATTTTGTACCAGCAC

ANNEXE VI Distance génétique

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21

1 RDR_0763_Ptychochromis_ sp. _ Nosy Be (Antsidihy)

2 RDR_0796_Ptychochromis_ sp. _ Nosy Be (Amparihibe) 0,000

3 RDR_0804_Ptychochromis_ sp. _ Nosy Be (Amparihibe) 0,000 0,000

4 RDR_0805_Ptychochromis_ sp. _ Nosy Be (Amparihibe) 0,000 0,000 0,000

5 RDR_0760_Ptychochromis_ sp. _ Nosy Be (Antsidihy) 0,000 0,000 0,000 0,000

6 RDR_0761_Ptychochromis_ sp. _ Nosy Be (Antsidihy) 0,000 0,000 0,000 0,000 0,000

7 RDR_0784_Ptychochromis_ sp. _ Nosy Be (Anjavibe) 0,000 0,000 0,000 0,000 0,000 0,000

8 RDR_0785_Ptychochromis_ sp. _ Nosy Be (Anjavibe) 0,000 0,000 0,000 0,000 0,000 0,000 0,000

9 RDR_0786_Ptychochromis_ sp. _ Nosy Be (Anjavibe) 0,000 0,000 0,000 0,000 0,000 0,000 0,000 0,000

10 RDR_0776_Ptychochromis_ sp. _ Nosy Be (Ambalavato) 0,000 0,000 0,000 0,000 0,000 0,000 0,000 0,000 0,000

11 RDR_0753_Ptychochromis_ sp. _ Nosy Be (Antsahamanavaka) 0,000 0,000 0,000 0,000 0,000 0,000 0,000 0,000 0,000 0,000

IX

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21

12 RDR_0754_Ptychochromis_ sp. _ Nosy Be (Bemapaza) 0,000 0,000 0,000 0,000 0,000 0,000 0,000 0,000 0,000 0,000 0,000

13 A04_Ptychochromis_ sp. Maroantsetsa 0,000 0,000 0,000 0,000 0,000 0,000 0,000 0,000 0,000 0,000 0,000 0,000

14 RDR_0806_Ptychochromis_oligacanthus_ss Amparihibe 0,002 0,002 0,002 0,002 0,002 0,002 0,002 0,002 0,002 0,002 0,002 0,002 0,002

15 B7_Ptychochromis_ sp. _ Nosy Be (Lac2) 0,000 0,000 0,000 0,000 0,000 0,000 0,000 0,000 0,000 0,000 0,000 0,000 0,000 0,002

16 RDR_1210_Ptychochromis_loisellei 0,072 0,072 0,072 0,072 0,072 0,072 0,072 0,072 0,072 0,072 0,072 0,072 0,072 0,070 0,072

17 RDR_1211_Ptychochromis_loisellei 0,072 0,072 0,072 0,072 0,072 0,072 0,072 0,072 0,072 0,072 0,072 0,072 0,072 0,070 0,072 0,000

18 RDR_1212_Ptychochromis_loisellei 0,072 0,072 0,072 0,072 0,072 0,072 0,072 0,072 0,072 0,072 0,072 0,072 0,072 0,070 0,072 0,000 0,000

19 RDR_1213_Ptychochromis_loisellei 0,072 0,072 0,072 0,072 0,072 0,072 0,072 0,072 0,072 0,072 0,072 0,072 0,072 0,070 0,072 0,000 0,000 0,000

20 A09_Ptychochromis_grandidieri_Ambila 0,082 0,082 0,082 0,082 0,082 0,082 0,082 0,082 0,082 0,082 0,082 0,082 0,082 0,080 0,082 0,061 0,061 0,061 0,061

21 RDR_1190_Paratialapia_ sp. _smallspots _Nosivolo 0,178 0,178 0,178 0,178 0,178 0,178 0,178 0,178 0,178 0,178 0,178 0,178 0,178 0,177 0,178 0,189 0,189 0,189 0,189 0,194

22 ZCMV_0408_Paratilapia_ sp._ smallspots _Manombo 0,183 0,183 0,183 0,183 0,183 0,183 0,183 0,183 0,183 0,183 0,183 0,183 0,183 0,181 0,183 0,194 0,194 0,194 0,194 0,200 0,004 23 RDR_0792_Paratilapia_ sp. _ Nosy Be (Amparihibe) 0,175 0,175 0,175 0,175 0,175 0,175 0,175 0,175 0,175 0,175 0,175 0,175 0,175 0,173 0,175 0,187 0,187 0,187 0,187 0,194 0,012 24 RDR_0794_Paratilapia_ sp. _ Nosy Be (Amparihibe) 0,177 0,177 0,177 0,177 0,177 0,177 0,177 0,177 0,177 0,177 0,177 0,177 0,177 0,175 0,177 0,189 0,189 0,189 0,189 0,196 0,010 25 RDR_0789_Paratilapia_ sp. _ Nosy Be (Amparihibe) 0,175 0,175 0,175 0,175 0,175 0,175 0,175 0,175 0,175 0,175 0,175 0,175 0,175 0,173 0,175 0,187 0,187 0,187 0,187 0,194 0,009 26 RDR_0793_Paratilapia_polleni ss_Amparihibe 0,175 0,175 0,175 0,175 0,175 0,175 0,175 0,175 0,175 0,175 0,175 0,175 0,175 0,173 0,175 0,187 0,187 0,187 0,187 0,194 0,009 27 RDR_0791_Paratilapia_ sp. _ Nosy Be (Amparihibe) 0,177 0,177 0,177 0,177 0,177 0,177 0,177 0,177 0,177 0,177 0,177 0,177 0,177 0,175 0,177 0,189 0,189 0,189 0,189 0,196 0,010 28 RDR_0790_Paratilapia_ sp. _ Nosy Be (Amparihibe) 0,177 0,177 0,177 0,177 0,177 0,177 0,177 0,177 0,177 0,177 0,177 0,177 0,177 0,175 0,177 0,189 0,189 0,189 0,189 0,196 0,010 29 RDR_0788_Paratilapia_ sp. _ Nosy Be (Amparihibe) 0,177 0,177 0,177 0,177 0,177 0,177 0,177 0,177 0,177 0,177 0,177 0,177 0,177 0,175 0,177 0,189 0,189 0,189 0,189 0,196 0,010 30 RDR_0803_Paratilapia_polleni ss_Amparihibe 0,177 0,177 0,177 0,177 0,177 0,177 0,177 0,177 0,177 0,177 0,177 0,177 0,177 0,175 0,177 0,189 0,189 0,189 0,189 0,196 0,010 31 RDR_1191_Paratialapia_polleni ss_Andapa 0,177 0,177 0,177 0,177 0,177 0,177 0,177 0,177 0,177 0,177 0,177 0,177 0,177 0,175 0,177 0,189 0,189 0,189 0,189 0,196 0,010 32 RDR_1199_Paratilapia_polleni ss_Andapa 0,175 0,175 0,175 0,175 0,175 0,175 0,175 0,175 0,175 0,175 0,175 0,175 0,175 0,173 0,175 0,187 0,187 0,187 0,187 0,194 0,009 33 RDR_1225_Paratilapia_polleni ss_Antsahameloka 0,175 0,175 0,175 0,175 0,175 0,175 0,175 0,175 0,175 0,175 0,175 0,175 0,175 0,173 0,175 0,187 0,187 0,187 0,187 0,194 0,009 34 RDR_1226_Paratilapia_polleni ss_Antsahameloka 0,175 0,175 0,175 0,175 0,175 0,175 0,175 0,175 0,175 0,175 0,175 0,175 0,175 0,173 0,175 0,187 0,187 0,187 0,187 0,194 0,009 35 RDR_1200_Paretroplus_loisellei 0,192 0,192 0,192 0,192 0,192 0,192 0,192 0,192 0,192 0,192 0,192 0,192 0,192 0,194 0,192 0,192 0,192 0,192 0,192 0,191 0,177 36 RDR_1209_Paretroplus_ sp. _Lokoho 0,182 0,182 0,182 0,182 0,182 0,182 0,182 0,182 0,182 0,182 0,182 0,182 0,182 0,180 0,182 0,187 0,187 0,187 0,187 0,194 0,175 37 A01_Paretroplus_polyactis_Maroantsetsa 0,180 0,180 0,180 0,180 0,180 0,180 0,180 0,180 0,180 0,180 0,180 0,180 0,180 0,178 0,180 0,189 0,189 0,189 0,189 0,192 0,177 38 A02_Paretroplus_polyactis_Maroantsetsa 0,184 0,184 0,184 0,184 0,184 0,184 0,184 0,184 0,184 0,184 0,184 0,184 0,184 0,182 0,184 0,192 0,192 0,192 0,192 0,196 0,177 39 RDR_0253_Paretroplus_maculatus_Antafia 0,205 0,205 0,205 0,205 0,205 0,205 0,205 0,205 0,205 0,205 0,205 0,205 0,205 0,203 0,205 0,198 0,198 0,198 0,198 0,205 0,178 40 RDR_0254_Paretroplus_maculatus_Antafia 0,205 0,205 0,205 0,205 0,205 0,205 0,205 0,205 0,205 0,205 0,205 0,205 0,205 0,203 0,205 0,198 0,198 0,198 0,198 0,205 0,178 41 RDR_0787_Paretroplus_maculatus_Amparihibe 0,205 0,205 0,205 0,205 0,205 0,205 0,205 0,205 0,205 0,205 0,205 0,205 0,205 0,203 0,205 0,198 0,198 0,198 0,198 0,205 0,178 42 RDR_1208_Paretroplus_ sp _Lokoho 0,182 0,182 0,182 0,182 0,182 0,182 0,182 0,182 0,182 0,182 0,182 0,182 0,182 0,180 0,182 0,187 0,187 0,187 0,187 0,194 0,175 43 RDR_0809_Pachypanchax_omalonotus_Djabala 0,208 0,208 0,208 0,208 0,208 0,208 0,208 0,208 0,208 0,208 0,208 0,208 0,208 0,206 0,208 0,198 0,198 0,198 0,198 0,206 0,210

X

22 23 24 25 26 27 28 29 30 31 32 33 34 35 36 37 38 39 40 41 42 43

1 RDR_0763_Ptychochromis_ sp. _ Nosy Be (Antsidihy)

2 RDR_0796_Ptychochromis_ sp. _ Nosy Be (Amparihibe)

3 RDR_0804_Ptychochromis_ sp. _ Nosy Be (Amparihibe)

4 RDR_0805_Ptychochromis_ sp. _ Nosy Be (Amparihibe)

5 RDR_0760_Ptychochromis_ sp. _ Nosy Be (Antsidihy)

6 RDR_0761_Ptychochromis_ sp. _ Nosy Be (Antsidihy)

7 RDR_0784_Ptychochromis_ sp. _ Nosy Be (Anjavibe)

8 RDR_0785_Ptychochromis_ sp. _ Nosy Be (Anjavibe)

9 RDR_0786_Ptychochromis_ sp. _ Nosy Be (Anjavibe)

10 RDR_0776_Ptychochromis_ sp. _ Nosy Be (Ambalavato)

RDR_0753_Ptychochromis_ sp. _ Nosy Be 11 (Antsahamanavaka) 12 RDR_0754_Ptychochromis_ sp. _ Nosy Be (Bemapaza)

13 A04_Ptychochromis_ sp. Maroantsetsa

14 RDR_0806_Ptychochromis_oligacanthus_ss Amparihibe

15 B7_Ptychochromis_ sp. _ Nosy Be (Lac2)

16 RDR_1210_Ptychochromis_loisellei

17 RDR_1211_Ptychochromis_loisellei

18 RDR_1212_Ptychochromis_loisellei

19 RDR_1213_Ptychochromis_loisellei

20 A09_Ptychochromis_grandidieri_Ambila

21 RDR_1190_Paratialapia_ sp. _smallspots _Nosivolo

22 ZCMV_0408_Paratilapia_ sp._ smallspots _Manombo

23 RDR_0792_Paratilapia_ sp. _ Nosy Be (Amparihibe) 0,013

24 RDR_0794_Paratilapia_ sp. _ Nosy Be (Amparihibe) 0,013 0,002

25 RDR_0789_Paratilapia_ sp. _ Nosy Be (Amparihibe) 0,011 0,003 0,002

26 RDR_0793_Paratilapia_polleni ss_Amparihibe 0,011 0,003 0,002 0,000

27 RDR_0791_Paratilapia_ sp. _ Nosy Be (Amparihibe) 0,013 0,002 0,000 0,002 0,002

28 RDR_0790_Paratilapia_ sp. _ Nosy Be (Amparihibe) 0,013 0,002 0,000 0,002 0,002 0,000

29 RDR_0788_Paratilapia_ sp. _ Nosy Be (Amparihibe) 0,013 0,002 0,000 0,002 0,002 0,000 0,000

30 RDR_0803_Paratilapia_polleni ss_Amparihibe 0,013 0,005 0,003 0,002 0,002 0,003 0,003 0,003

31 RDR_1191_Paratialapia_polleni ss_Andapa 0,013 0,005 0,003 0,002 0,002 0,003 0,003 0,003 0,003

32 RDR_1199_Paratilapia_polleni ss_Andapa 0,011 0,003 0,002 0,000 0,000 0,002 0,002 0,002 0,002 0,002

33 RDR_1225_Paratilapia_polleni ss_Antsahameloka 0,011 0,003 0,002 0,000 0,000 0,002 0,002 0,002 0,002 0,002 0,000

34 RDR_1226_Paratilapia_polleni ss_Antsahameloka 0,011 0,003 0,002 0,000 0,000 0,002 0,002 0,002 0,002 0,002 0,000 0,000

XI

22 23 24 25 26 27 28 29 30 31 32 33 34 35 36 37 38 39 40 41 42 43

35 RDR_1200_Paretroplus_loisellei 0,181 0,185 0,184 0,182 0,182 0,184 0,184 0,184 0,184 0,184 0,182 0,182 0,182

36 RDR_1209_Paretroplus_ sp. _Lokoho 0,176 0,177 0,178 0,177 0,177 0,178 0,178 0,178 0,178 0,178 0,177 0,177 0,177 0,114

37 A01_Paretroplus_polyactis_Maroantsetsa 0,178 0,178 0,180 0,178 0,178 0,180 0,180 0,180 0,180 0,180 0,178 0,178 0,178 0,115 0,007

38 A02_Paretroplus_polyactis_Maroantsetsa 0,178 0,178 0,180 0,178 0,178 0,180 0,180 0,180 0,180 0,180 0,178 0,178 0,178 0,119 0,010 0,003

39 RDR_0253_Paretroplus_maculatus_Antafia 0,179 0,187 0,189 0,187 0,187 0,189 0,189 0,189 0,189 0,189 0,187 0,187 0,187 0,124 0,082 0,082 0,086

40 RDR_0254_Paretroplus_maculatus_Antafia 0,179 0,187 0,189 0,187 0,187 0,189 0,189 0,189 0,189 0,189 0,187 0,187 0,187 0,124 0,082 0,082 0,086 0,000

41 RDR_0787_Paretroplus_maculatus_Amparihibe 0,179 0,187 0,189 0,187 0,187 0,189 0,189 0,189 0,189 0,189 0,187 0,187 0,187 0,124 0,082 0,082 0,086 0,000 0,000

42 RDR_1208_Paretroplus_ sp _Lokoho 0,176 0,177 0,178 0,177 0,177 0,178 0,178 0,178 0,178 0,178 0,177 0,177 0,177 0,114 0,000 0,007 0,010 0,082 0,082 0,082

43 RDR_0809_Pachypanchax_omalonotus_Djabala 0,206 0,210 0,212 0,210 0,210 0,212 0,212 0,212 0,212 0,212 0,210 0,210 0,210 0,198 0,206 0,208 0,212 0,199 0,199 0,199 0,206

XII

ANNEXE VII Matrice codée des caractères morphologiques et phénotypiques RDR0804Ptsp. 1 1 1 1 1 1 1 1 1 0 0 1 1 0 1 0 3 2 2 0 0 7 1 0 1 1 1 0 2 0 2 1 0 0 0 1 1 0 2 2 0 0 0 1 1 RDR0784Ptsp. 1 1 1 1 1 1 1 1 1 0 0 1 1 0 1 0 3 2 2 0 0 7 1 0 0 1 1 0 2 0 2 1 0 0 0 1 1 0 1 2 0 0 0 1 1 RDR0785Ptsp. 1 1 1 2 1 1 1 1 1 0 0 1 1 0 1 0 3 2 2 0 0 7 1 0 0 1 1 0 2 0 2 1 0 0 0 0 1 0 2 0 1 0 0 1 1 RDR0786Ptsp. 1 1 1 1 1 1 1 1 1 0 0 1 1 0 1 0 3 2 2 0 0 7 1 0 0 1 1 0 2 0 2 1 0 0 0 1 1 0 2 0 1 0 0 1 1 RDR0805Ptsp. 1 1 1 1 1 1 1 1 1 0 0 1 1 0 1 0 3 2 2 0 0 7 1 0 0 1 1 0 2 0 2 1 0 0 0 1 1 0 2 2 1 0 0 1 1 RDR0806Ptoli 1 1 1 1 1 1 1 1 1 0 0 0 1 0 0 0 3 2 2 0 0 7 0 0 0 1 1 0 2 0 2 1 0 0 0 1 1 0 2 2 0 0 0 0 1 RDR1210Ptloi 1 1 1 1 1 1 1 1 1 0 0 1 1 0 1 0 3 2 1 0 0 7 1 0 1 1 1 0 2 0 2 1 0 0 0 1 1 0 2 0 0 0 0 1 1 RDR1211Ptloi 1 1 1 1 1 1 1 1 1 0 0 1 1 0 1 0 3 2 1 0 0 7 0 0 1 1 1 0 2 0 2 1 0 0 0 1 1 0 2 0 1 0 0 0 1 RDR1212Ptloi 1 1 1 1 1 1 1 1 1 0 0 1 1 0 1 0 3 2 2 0 0 7 1 0 1 1 1 0 2 0 2 1 0 0 0 0 1 0 2 0 1 0 0 1 1 RDR1213Ptloi 1 1 1 1 1 1 1 1 1 0 0 1 1 0 1 0 3 2 1 0 0 7 1 0 0 1 1 0 2 0 2 1 0 0 0 1 1 0 2 2 1 0 0 1 1 RDR1214Ptloi 1 1 1 1 1 0 1 1 1 0 0 1 1 0 1 0 3 2 1 0 0 7 1 0 0 1 1 0 2 0 2 1 0 0 0 1 1 0 2 0 0 0 0 1 1 RDR1351Ptgra 1 1 1 1 0 0 1 1 1 0 0 0 1 0 1 0 3 2 2 0 1 7 1 0 0 1 1 0 2 0 2 1 0 1 0 1 1 2 0 0 1 0 1 1 1 RDR1352Ptgra 1 1 1 1 1 0 1 1 1 0 0 0 1 0 1 0 3 2 2 0 0 7 1 0 0 1 1 1 2 0 2 1 0 1 0 1 1 0 0 0 1 0 1 1 1 RDR1296Ptgra 1 1 0 1 0 0 1 1 1 0 0 1 1 0 1 0 3 2 1 0 0 7 1 0 0 1 1 0 2 0 2 1 0 1 0 1 1 0 2 0 1 0 1 1 1 RDR1362Ptgra 1 1 1 1 0 1 1 1 1 0 0 1 1 0 1 0 3 2 1 0 0 7 1 0 0 1 1 0 2 0 2 1 1 1 0 1 1 0 2 0 1 0 1 1 1 RDR1225Ppoll 1 1 1 1 1 0 1 1 1 1 1 1 1 0 0 0 2 2 2 0 0 3 0 0 1 1 0 0 2 0 2 1 0 0 0 0 1 0 0 0 1 0 0 1 1 RDR1198Ppoll 1 1 1 1 1 1 1 1 1 1 1 1 1 0 0 0 2 2 2 0 0 3 1 0 1 1 0 2 2 0 2 1 0 0 0 1 1 0 2 2 1 0 0 1 1 RDR1227Ppoll 1 1 1 1 1 1 1 1 1 1 1 1 1 0 1 0 2 2 2 0 0 3 0 0 1 1 0 0 2 0 2 1 0 0 0 0 1 0 2 0 0 0 0 0 1 RDR1199Ppoll 1 1 0 1 1 1 1 1 1 1 1 1 1 0 0 0 2 2 2 0 0 3 0 0 1 1 0 2 2 0 2 1 0 0 0 1 1 2 2 2 0 0 0 0 1 RDR1226Ppoll 1 1 1 1 1 0 1 1 1 1 1 1 1 0 0 0 2 2 2 0 0 3 0 0 1 1 1 0 2 0 2 1 0 0 0 1 1 0 0 2 0 0 0 1 1 RDR0793Ppoll 1 1 1 1 1 1 1 1 1 1 0 1 1 0 0 0 2 2 1 0 0 3 0 0 0 1 0 2 2 0 2 1 0 0 0 1 1 0 2 0 1 0 0 0 0 RDR0803Ppoll 1 1 1 1 1 1 1 1 1 1 0 1 1 0 0 0 2 2 1 0 0 3 0 0 1 1 1 0 2 0 2 1 0 0 0 1 1 0 2 0 0 0 0 0 1 RDR0788P.sp. 1 1 1 1 1 1 1 1 1 1 0 1 1 0 0 0 2 2 1 0 0 3 0 0 1 1 0 2 2 0 2 1 0 0 0 1 1 0 1 1 0 0 0 0 1 RDR0790P.sp. 1 1 1 1 1 1 1 1 1 1 0 1 1 0 0 0 2 2 1 0 0 3 0 0 0 1 0 2 2 0 2 1 0 0 0 1 1 0 2 0 0 0 0 0 1 RDR0791P.sp. 1 1 1 1 1 1 1 1 1 1 0 1 1 0 1 0 2 2 2 0 0 3 0 0 0 1 0 2 2 0 2 1 0 0 0 1 1 0 2 0 0 0 0 0 1 RDR0792P.sp. 1 1 1 1 1 1 1 1 1 1 0 1 1 0 1 0 2 2 1 0 0 3 1 0 0 1 1 2 2 0 2 1 0 0 0 1 1 0 2 0 0 0 0 0 1 RDR1200Peloi 1 1 1 1 1 0 1 1 1 0 0 1 1 0 1 0 2 2 0 1 0 6 0 1 2 1 1 2 2 0 2 1 1 0 0 0 1 0 2 0 1 0 0 0 0 RDR1201Peloi 1 1 0 1 1 0 1 1 1 0 0 0 1 0 1 0 2 2 1 1 0 6 0 1 2 1 1 2 2 0 2 1 1 0 0 0 1 0 2 2 0 0 0 0 0 RDR1202Peloi 1 1 0 1 1 0 1 1 1 0 0 0 1 0 1 0 2 2 0 1 0 6 0 1 2 1 1 2 2 0 2 1 1 0 0 0 1 0 2 0 1 0 0 0 0 RDR1203Peloi 1 1 1 1 1 0 1 1 1 0 0 0 1 0 1 0 2 2 0 1 0 6 0 1 2 1 1 2 2 0 2 1 1 0 0 0 1 0 0 0 1 0 0 0 0 RDR1224Peloi 1 1 1 1 1 0 1 1 1 0 0 0 1 0 1 0 2 2 0 1 0 6 0 1 2 1 1 2 2 0 2 1 1 0 0 0 1 0 2 0 1 0 0 0 1 RDR1209Pesp. 1 0 1 1 0 0 1 1 1 0 0 0 1 0 0 0 1 2 2 1 1 6 0 1 2 1 1 0 2 0 2 1 1 1 1 0 1 0 2 0 1 1 0 0 0 RDR1208Pesp. 1 0 1 1 0 0 1 1 1 0 0 0 1 0 0 0 1 2 2 1 1 6 0 1 2 1 1 0 2 0 2 1 0 1 1 0 1 0 2 0 1 1 0 0 0 RDR1276Pepol 1 0 1 1 0 0 1 1 1 0 0 0 1 0 0 0 1 2 0 1 1 6 0 1 2 1 1 2 2 0 2 1 0 1 1 0 1 0 0 0 1 1 0 0 0 RDR1277Pepol 1 0 0 1 0 0 1 1 1 0 0 0 1 0 0 0 1 2 0 1 1 6 0 1 2 1 1 2 2 0 2 1 0 1 1 0 1 0 2 0 1 1 0 0 0 RDR1366Pepol 1 0 1 1 0 0 1 1 1 1 0 0 1 0 0 0 0 2 0 1 1 6 0 1 2 1 1 2 2 0 2 1 0 1 0 0 1 2 2 0 1 1 0 0 0 RDR1367Pepol 1 0 0 1 0 0 1 1 1 2 0 1 1 0 0 0 0 2 0 1 1 6 0 1 2 1 0 2 2 0 2 1 0 1 0 0 1 0 0 0 1 1 0 0 0 RDR1278Pepol 1 0 1 1 0 0 1 1 1 0 0 0 1 0 0 0 1 2 0 1 1 6 0 1 2 1 1 2 2 0 2 1 0 1 1 0 1 2 2 0 1 1 0 0 0 RDR0253Pemac 1 0 1 1 0 0 1 1 1 0 0 0 1 0 0 0 2 2 1 1 1 6 0 1 2 1 1 2 2 0 2 1 0 1 1 0 1 0 0 0 1 1 0 0 0 RDR0254Pemac 1 0 1 1 0 0 1 1 1 0 0 0 1 0 1 0 2 2 1 0 1 6 0 1 2 1 1 2 2 0 2 1 0 1 1 0 1 0 2 0 1 1 0 0 0 RDR0251Pemac 1 0 1 1 0 0 1 1 1 0 0 0 1 0 1 0 2 2 1 1 1 6 0 1 2 1 1 2 2 0 2 1 0 1 1 0 1 0 0 0 1 1 0 0 0 RDR0252Pemac 1 0 1 1 0 0 1 1 1 0 0 0 1 0 0 0 2 2 1 1 1 6 0 1 2 1 1 2 2 0 2 1 0 1 1 0 1 0 2 0 1 1 0 0 0 XIII

ANNEXE VIII

Matrice de distance des caractères morphologiques et phénotypiques

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21 22

1 RDR0804Ptsp. 0 0.211 0.422 0.365 0.211 0.333 0.333 0.422 0.365 0.258 0.394 0.667 0.577 0.516 0.494 0.856 0.760 0.775 0.843 0.760 0.869 0.760 2 RDR0784Ptsp. 0 0.422 0.365 0.211 0.333 0.394 0.471 0.422 0.258 0.394 0.596 0.494 0.516 0.494 0.830 0.789 0.803 0.869 0.730 0.869 0.789 3 RDR0785Ptsp. 0 0.211 0.365 0.494 0.333 0.365 0.211 0.394 0.333 0.596 0.494 0.422 0.394 0.803 0.843 0.745 0.943 0.869 0.816 0.760 4 RDR0786Ptsp. 0 0.298 0.447 0.258 0.298 0.211 0.333 0.258 0.558 0.447 0.365 0.333 0.803 0.816 0.745 0.919 0.843 0.789 0.730 5 RDR0805Ptsp. 0 0.333 0.394 0.422 0.365 0.149 0.394 0.632 0.537 0.471 0.447 0.856 0.760 0.803 0.869 0.789 0.843 0.789 6 RDR0806Ptoli 0 0.471 0.447 0.494 0.365 0.471 0.683 0.596 0.577 0.558 0.869 0.803 0.789 0.830 0.775 0.830 0.745 7 RDR1210Ptloi 0 0.258 0.258 0.365 0.211 0.615 0.516 0.394 0.365 0.816 0.830 0.730 0.907 0.830 0.803 0.683 8 RDR1211Ptloi 0 0.298 0.394 0.333 0.632 0.537 0.422 0.394 0.803 0.843 0.715 0.894 0.843 0.760 0.667 9 RDR1212Ptloi 0 0.394 0.333 0.596 0.494 0.422 0.394 0.775 0.816 0.715 0.919 0.843 0.816 0.730 10 RDR1213Ptloi 0 0.365 0.650 0.558 0.447 0.422 0.869 0.775 0.816 0.882 0.803 0.830 0.775 11 RDR1214Ptloi 0 0.577 0.471 0.333 0.365 0.816 0.856 0.760 0.931 0.830 0.803 0.715 12 RDR1351Ptgra 0 0.394 0.516 0.537 0.856 0.989 0.931 0.989 0.894 0.966 0.919 13 RDR1352Ptgra 0 0.447 0.471 0.789 0.882 0.869 0.978 0.830 0.856 0.856 14 RDR1296Ptgra 0 0.258 0.856 0.894 0.830 0.966 0.894 0.843 0.789 15 RDR1362Ptgra 0 0.869 0.882 0.816 0.978 0.907 0.830 0.775 16 RDR1225Ppoll 0 0.577 0.422 0.683 0.394 0.577 0.494 17 RDR1198Ppoll 0 0.537 0.422 0.516 0.471 0.558 18 RDR1227Ppoll 0 0.577 0.537 0.494 0.333 19 RDR1199Ppoll 0 0.596 0.558 0.596 20 RDR1226Ppoll 0 0.667 0.516 21 RDR0793Ppoll 0 0.422 22 RDR0803Ppoll 0

XIV

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21 22

23 RDR0788P.sp. 24 RDR0790P.sp. 25 RDR0791P.sp. 26 RDR0792P.sp. 27 RDR1200Peloi 28 RDR1201Peloi 29 RDR1202Peloi 30 RDR1203Peloi 31 RDR1224Peloi 32 RDR1209Pesp. 33 RDR1208Pesp. 34 RDR1276Pepol 35 RDR1277Pepol 36 RDR1366Pepol 37 RDR1367Pepol 38 RDR1278Pepol 39 RDR0253Pemac 40 RDR0254Pemac 41 RDR0251Pemac 42 RDR0252Pemac

XV

23 24 25 26 27 28 29 30 31 32 33 34 35 36 37 38 39 40 41 42

1 RDR0804Ptsp. 0.803 0.843 0.816 0.803 0.730 0.632 0.760 0.803 0.730 0.775 0.760 0.919 0.882 0.978 1.022 0.919 0.843 0.760 0.830 0.789 2 RDR0784Ptsp. 0.803 0.843 0.816 0.803 0.789 0.699 0.816 0.803 0.789 0.830 0.816 0.919 0.931 1.022 1.022 0.966 0.843 0.816 0.830 0.843 3 RDR0785Ptsp. 0.856 0.816 0.789 0.775 0.699 0.760 0.730 0.775 0.699 0.745 0.730 0.894 0.856 0.955 1.000 0.894 0.816 0.730 0.803 0.760 4 RDR0786Ptsp. 0.830 0.789 0.760 0.745 0.699 0.760 0.730 0.775 0.699 0.745 0.730 0.894 0.856 0.955 1.000 0.894 0.816 0.730 0.803 0.760 5 RDR0805Ptsp. 0.830 0.843 0.816 0.803 0.760 0.699 0.789 0.830 0.760 0.803 0.789 0.943 0.907 1.000 1.043 0.943 0.869 0.789 0.856 0.816 6 RDR0806Ptoli 0.789 0.803 0.803 0.816 0.775 0.650 0.775 0.816 0.745 0.760 0.745 0.907 0.869 0.966 1.033 0.907 0.830 0.775 0.843 0.775 7 RDR1210Ptloi 0.789 0.775 0.775 0.730 0.615 0.683 0.650 0.699 0.615 0.730 0.715 0.830 0.789 0.894 0.943 0.830 0.775 0.683 0.760 0.715 8 RDR1211Ptloi 0.775 0.760 0.760 0.745 0.558 0.667 0.596 0.650 0.558 0.683 0.667 0.789 0.745 0.856 0.907 0.789 0.730 0.632 0.715 0.667 9 RDR1212Ptloi 0.830 0.816 0.789 0.775 0.632 0.699 0.667 0.715 0.632 0.683 0.667 0.843 0.803 0.907 0.955 0.843 0.760 0.667 0.745 0.699 10 RDR1213Ptloi 0.816 0.830 0.830 0.789 0.715 0.683 0.745 0.789 0.715 0.816 0.803 0.907 0.869 0.966 1.011 0.907 0.856 0.775 0.843 0.803 11 RDR1214Ptloi 0.816 0.775 0.775 0.730 0.650 0.715 0.683 0.730 0.650 0.760 0.745 0.856 0.816 0.919 0.966 0.856 0.803 0.715 0.789 0.745 12 RDR1351Ptgra 0.955 0.966 0.943 0.931 0.869 0.894 0.869 0.803 0.843 0.803 0.789 0.843 0.907 0.907 0.978 0.843 0.760 0.789 0.745 0.816 13 RDR1352Ptgra 0.843 0.856 0.830 0.816 0.745 0.775 0.745 0.667 0.715 0.789 0.775 0.775 0.843 0.943 0.919 0.882 0.683 0.715 0.667 0.745 14 RDR1296Ptgra 0.882 0.843 0.843 0.803 0.699 0.760 0.699 0.775 0.699 0.745 0.730 0.843 0.775 0.907 0.931 0.843 0.789 0.699 0.775 0.730 15 RDR1362Ptgra 0.869 0.830 0.830 0.789 0.683 0.775 0.715 0.760 0.683 0.730 0.745 0.856 0.816 0.919 0.966 0.856 0.803 0.715 0.789 0.745 16 RDR1225Ppoll 0.516 0.577 0.577 0.632 0.830 0.882 0.856 0.789 0.830 0.816 0.803 0.856 0.919 0.966 0.869 0.955 0.803 0.856 0.816 0.856 17 RDR1198Ppoll 0.394 0.471 0.471 0.494 0.816 0.760 0.843 0.882 0.816 0.907 0.894 0.943 0.907 0.955 0.955 0.943 0.894 0.843 0.907 0.843 18 RDR1227Ppoll 0.471 0.447 0.394 0.471 0.775 0.803 0.803 0.843 0.775 0.789 0.775 0.931 0.894 0.943 0.943 0.931 0.882 0.803 0.869 0.830 19 RDR1199Ppoll 0.447 0.516 0.516 0.577 0.869 0.760 0.869 0.931 0.869 0.955 0.943 0.989 0.931 0.907 0.978 0.894 0.943 0.894 0.955 0.894 20 RDR1226Ppoll 0.494 0.632 0.632 0.650 0.894 0.816 0.919 0.856 0.894 0.882 0.869 0.919 0.978 1.022 0.955 1.011 0.869 0.919 0.882 0.919 21 RDR0793Ppoll 0.333 0.211 0.298 0.333 0.699 0.789 0.730 0.775 0.730 0.856 0.843 0.843 0.803 0.856 0.856 0.843 0.816 0.760 0.830 0.760 22 RDR0803Ppoll 0.394 0.365 0.422 0.394 0.730 0.789 0.760 0.803 0.730 0.775 0.760 0.869 0.830 0.882 0.907 0.869 0.843 0.789 0.856 0.789 23 RDR0788P.sp. 0 0.258 0.333 0.365 0.715 0.715 0.745 0.730 0.715 0.869 0.856 0.803 0.816 0.869 0.816 0.856 0.775 0.775 0.789 0.775 24 RDR0790P.sp. 0 0.211 0.258 0.730 0.789 0.760 0.803 0.730 0.882 0.869 0.869 0.830 0.882 0.882 0.869 0.843 0.789 0.856 0.789 25 RDR0791P.sp. 0 0.258 0.760 0.789 0.789 0.830 0.760 0.882 0.869 0.919 0.882 0.931 0.931 0.919 0.869 0.789 0.856 0.816 26 RDR0792P.sp. 0 0.715 0.775 0.745 0.789 0.715 0.894 0.882 0.882 0.843 0.894 0.919 0.882 0.856 0.775 0.843 0.803 27 RDR1200Peloi 0 0.422 0.211 0.333 0.211 0.615 0.632 0.558 0.494 0.615 0.683 0.558 0.558 0.471 0.537 0.471

XVI

23 24 25 26 27 28 29 30 31 32 33 34 35 36 37 38 39 40 41 42

28 RDR1201Peloi 0 0.365 0.494 0.422 0.650 0.667 0.667 0.577 0.715 0.775 0.667 0.632 0.558 0.615 0.558 29 RDR1202Peloi 0 0.333 0.211 0.615 0.632 0.558 0.447 0.615 0.683 0.558 0.558 0.471 0.537 0.471 30 RDR1203Peloi 0 0.333 0.667 0.683 0.447 0.558 0.667 0.632 0.615 0.447 0.537 0.422 0.537 31 RDR1224Peloi 0 0.615 0.632 0.558 0.494 0.615 0.715 0.558 0.558 0.471 0.537 0.471 32 RDR1209Pesp. 0 0.149 0.537 0.471 0.596 0.699 0.537 0.494 0.447 0.516 0.394 33 RDR1208Pesp. 0 0.516 0.447 0.577 0.683 0.516 0.471 0.422 0.494 0.365 34 RDR1276Pepol 0 0.333 0.494 0.447 0.422 0.211 0.422 0.258 0.365 35 RDR1277Pepol 0 0.422 0.516 0.333 0.394 0.333 0.422 0.258 36 RDR1366Pepol 0 0.516 0.258 0.577 0.537 0.596 0.494 37 RDR1367Pepol 0 0.615 0.537 0.650 0.558 0.615 38 RDR1278Pepol 0 0.471 0.422 0.494 0.365 39 RDR0253Pemac 0 0.365 0.149 0.298 40 RDR0254Pemac 0 0.333 0.211 41 RDR0251Pemac 0 0.333 42 RDR0252Pemac 0 Ptoli : Pt. oligacanthus ss – Ptsp. : Pt . sp. Nosy Be - Ptloi : Pt. loisellei – Ptgra : Pt. grandidieri – Ppoll : P. polleni ss – P.sp. : P. sp. Nosy Be - Peloi : Pe. loisellei – Pepol : Pe. polyactis – Pesp. : Pe . sp. Lokoho - Pemac : Pe. maculatu

XVII

ANNEXE IX Résultats du test de Mann-Whitney

: paramètre ayant des différences significatives

Ptychochromis (n 1 = 15) et Paratilapia (n 2= 11)

rel rel rel rel rel rel rel rel rel rel rel rel rel rel rel rel rel lC rel lt rel lB rel lIO LPr LPos LPr LPr LPr LPr HC Lt Ht LB DO LD HD LPi HPi LPc eO O eD eA ePc ePi Mann-Whitney 54 37 33 38 53 27 32 73 48 33 33 50 41 34 44 55 81 73 78 54 U Wilcoxon W 120 157 153 158 173 147 152 193 168 153 153 170 161 154 164 175 201 193 198 174 Z -2 -2 -3 -2 -2 -3 -3 -1 -2 -3 -3 -2 -2 -3 -2 -1 -1 -2 Asymp. Sig. (2- 1 1 1 1 tailed)

Exact Sig. [2*(1- ,134 ,009 ,020 ,61 ,008 ,087 ,032 ,011 ,047 ,148 ,959 ,646 ,838 ,134 ,018 a ,134 a ,002 a ,006 a ,069 a ,008 a tailed Sig.)] a a a 0a a a a a a a a a a a

rel rel rel Dor rel Rel rel rel rel rel Dorsal Anal Anal LP dPi dD sal NeLLo NeLLaI NeLLaS NeO HPc LA HA HPC dPcA dPcPi mou dur mou C A A dur Mann-Whitney 28 43 42 45 34 31 43 16 2 10 83 21 11 68 6 26 26 U Wilcoxon W 148 163 162 165 100 97 109 82 68 76 149 141 77 134 72 92 92 Z -3 -2 -2 -2 -3 -3 -2 -3 -4 -4 -4 -4 -1 -4 -3 -3 Asymp. Sig. (2- 1 tailed)

Exact Sig. [2*(1- ,004 ,036 ,054 ,006 ,000 ,000 ,036 a ,011 a ,041 a ,000 a 1,000 a ,001 a ,000 a ,443 a ,000 a ,002 a ,002 a tailed Sig.)] a a a a a a

Ptychochromis (n 1 = 15) et Paretroplus (n 2= 16)

rel rel rel rel rel rel rel rel rel rel rel rel rel rel rel rel lC rel Lt rel Ht rel lt rel lB LPr LP LPr LPr LPr LPr HC LB DO lIO LD HD LPi HPi LPc eO osO eD eA ePc ePi Mann- 60 92 81 93 92 84 87 76 118 105 101 118 75 82 99 81 24 65 75 118 Whitney U Wilcoxon W 180 228 217 213 228 220 223 212 254 225 237 238 211 218 235 201 160 185 211 254 Z -2 -1 -2 -1 -1 -1 -1 -2 -1 -1 -2 -2 -1 -2 -4 -2 -2 Asymp. Sig. 1 1 1 1 (2-tailed) Exact Sig. [2*(1-tailed ,017 a ,281 a ,119 a ,281 a ,281 a ,163 a ,202 a ,078 a ,953 a ,572 a ,446 a ,922 a ,078 a ,129 a ,423 a ,129 a ,000 a ,027 a ,078 a ,922 a Sig.)]

XVIII

rel Rel rel rel rel rel rel rel rel Dorsal Dorsal Anal Anal NeLLo NeLLaI NeLLaS NeO HPc LA HA LPC HPC dPiA dPcA dPcPi dDA dur mou dur mou Mann- Whitney 84 4 76 76 105 1 10 62 2 64 8 46 81 32 60 U Wilcoxon 220 124 212 212 241 137 146 182 138 120 184 120 128 166 217 152 180 W Z -1 -5 -2 -2 -1 -5 -4 -2 -5 -5 -2 -5 -5 -3 -2 -4 -2 Asymp. Sig. (2- 1 tailed) Exact Sig. [2*(1- ,151 a ,000 a ,078 a ,086 a ,572 a ,000 a ,000 a ,021 a ,000a ,000 a ,024 a ,000 a ,000 a ,002 a ,119 a ,000 a ,017 a tailed Sig.)]

Paratilapia (n 1 = 11) et Paretroplus (n 2= 16)

rel rel rel rel rel rel rel rel rel rel rel rel rel rel rel rel rel rel rel Lt rel lt LPr LPo LPr LPr LPr LPre HC lC Ht lB LB DO lIO LD HD LPi HPi LPc eO sO eD eA ePc Pi Mann- Whitney 36 73 73 85 72 57 54 73 76 66 72 83 73 74 78 86 17 60 70 87 U Wilcoxon 102 209 209 221 208 193 190 209 212 202 208 219 209 210 214 152 153 126 206 223 W Z -3 -1 -1 -1 -2 -2 -1 -1 -1 -1 -1 -1 -1 -4 -1 -1 Asymp. Sig. (2- 1 1 1 1 1 1 tailed) Exact Sig. [2*(1- ,008 a ,451 a ,481 a ,865 a ,422 a ,121 a ,099 a ,451 a ,544 a ,272 a ,451 a ,827 a ,481 a ,481 a ,610 a ,942 a ,000 a ,178 a ,368 a ,942 a tailed Sig.)]

rel Rel rel rel rel rel rel rel rel Dorsal Dorsal Anal Anal NeLLo NeLLaI NeLLaS NeO HPc LA HA LPC HPC dPiA dPcA dPcPi dDA dur mou dur mou Mann- Whitney 88 29 49 55 74 16 21 32 27 16 30 66 1 1 U Wilcoxon 154 95 185 191 210 152 157 98 163 66 82 66 96 66 202 67 67 W Z -3 -2 -2 -1 -4 -3 -3 -3 -4 -4 -5 -3 -4 -1 -4 -4 Asymp. Sig. (2- 1 tailed) Exact Sig. [2*(1- ,981 a ,003 a ,050 a ,099 a ,481 a ,000 a ,000 a ,004 a ,001 a ,000 a ,000 a ,000 a ,003 a ,000 a ,272 a ,000 a ,000 a tailed Sig.)]

XIX

ANNEXE X Choix des facteurs dans ACP

Taux d’explication des facteurs par les variables

Facteurs Total % of Variance %Cumulé 1 27,892 68,030 68,030 2 6,771 16,514 84,544 3 2,051 5,002 89,546 4 1,329 3,241 92,787 5 ,759 1,852 94,638 6 ,469 1,144 95,783 7 ,262 ,640 96,423 8 ,231 ,564 96,987 9 ,189 ,460 97,447 10 ,168 ,409 97,856 11 ,161 ,392 98,248 12 ,107 ,262 98,509 13 ,101 ,247 98,756 14 ,084 ,206 98,962 15 ,070 ,171 99,132 16 ,062 ,151 99,283 17 ,055 ,133 99,416 18 ,047 ,116 99,532 19 ,042 ,102 99,633 20 ,031 ,075 99,709 21 ,024 ,058 99,767 22 ,021 ,051 99,818 23 ,016 ,040 99,857 24 ,012 ,029 99,886 25 ,011 ,028 99,914 26 ,009 ,023 99,937 27 ,006 ,015 99,951 28 ,004 ,011 99,962 29 ,004 ,010 99,972 30 ,004 ,009 99,981 Figure montrant l’explication des variables par les facteurs 31 ,002 ,005 99,986 32 ,002 ,004 99,990 33 ,001 ,004 99,994 34 ,001 ,002 99,996 35 ,001 ,002 99,998 36 ,001 ,001 99,999 37 ,000 ,001 99,999 38 ,000 ,000 100,000 39 ,000 ,000 100,000

XX

TITRE : « Etudes phylogénétique, morphologique et systématique de trois genres de Cichlidés (poissons téléostéens, Perciformes) endémiques de Madagascar »

RESUME Actuellement, plus de 176 espèces de poissons dulçaquicoles appartenant à 37 familles de 82 genres ont été décrites et dont 78% sont endémiques. Ces poissons d’eau douce malgaches sont exposés à plusieurs pressions ; leur connaissance est encore insuffisante. Le but de cette recherche est de connaître le degré de fiabilité de la méthode de classification basée sur l’étude moléculaire et celle basée sur les caractères morphologiques. L’hypothèse est la suivante : les résultats issus de ces deux méthodes seraient différents. Des travaux de terrain sur vingt sites ont été menés depuis l’année 2011 pour collecter les échantillons. Les travaux de laboratoire pour le séquençage d'ADN ont été effectués en Allemagne en 2012 et 2013, tandis que l’analyse des séquences et l'étude morphologique ont été réalisées au Département de Biologie Animale en 2014 et 2015. Onze espèces appartenant aux trois genres de Cichlidés endémiques ressortent de l’étude génétique : Paratilapia polleni sensu stricto, Ptychochromis oligacanthus sensu stricto, Ptychochromis loisellei, Ptychohromis grandidieri, Paretroplus loisellei, Paretroplus polyactis, Paretroplus maculatus, Paratilapia sp. Nosy Be , Paratilapia sp. smallspots Est , Ptychochromis sp. Nosy be et Paretroplus sp. Lokoho ; dont les quatre dernières sont des nouvelles espèces. Paretroplus est un groupe frère de deux genres combinés Paratilapia et Ptychochromis . L’étude morphologique de 45 caractères sur 42 spécimens n’a pas permis de classifier correctement les trois genres. Les point-clés de la différenciation externe de ces espèces se trouvent sur les nageoires et la hauteur du corps. La systématique moléculaire est ainsi une méthode fiable et informative pour étudier l’évolution d’un taxon donné et le lien entre ses membres. Elle permet la découverte d’espèces nouvelles. La poursuite des recherches sur la diversité, la biologie, l’écologie et la répartition géographique des espèces combinées avec la génétique s’avère primordiale pour concevoir la mise en œuvre des stratégies de conservation. Mots clés : ADN COI , Cichlidés, eau douce, endémique, Madagascar, morphométrie, Paratilapia, Paretroplus, Ptychochromis , phylogénie, systématique.

ABSTRACT Currently, more than 176 freshwater fish species belonging to 37 families of 82 genera have been described, in which 78% are endemics. Madagascan freshwater fishes are exposed to several pressures although knowledge on them is still insufficient. The purpose of this research is to determinate wether the two classification methods based on molecular study and on morphological characters give different results. The assumption is that the results from these two methods are different. Since 2011, fieldworks for collecting samples have been conducted on twenty sites. DNA sequencing laboratory work was conducted in Germany in 2012 and 2013; on the other hand the sequence processing and the morphological analysis were performed at the Département de Biologie Animale in 2014 and 2015. Eleven species belonging to three endemic genera of Cichlids emerge from the genetical study: Paratilapia polleni sensu stricto, Ptychochromis oligacanthus sensu stricto, Ptychochromis loisellei, Ptychohromis grandidieri, Paretroplus loisellei, Paretroplus polyactis, Paretroplus maculatus, Paratilapia sp. Nosy Be , Paratilapia sp. smallspots Est , Ptychochromis sp. Nosy be et Paretroplus sp. Lokoho. The last four species are new for the Sciences. Paretroplus is a sistergroup of the two combined genera Paratilapia and Ptychochromis . The morphological study of 45 characters on 42 specimens did not resolve correctly the genera classification. The key–points of external differentiation of these species are the fins and the body height. The results showed that the molecular systematic is a reliable and informative method for studying evolution of a taxon and the relationship between its members. New species can be determinate by genetic study. Continued research on diversity, biology, ecology and species distribution, combined with genetics, is paramount to design the implementation of conservation strategies. Keys words : DNA COI, Cichlids, endemic, freshwater, Madagascar , morphometry , Paratilapia, Paretroplus, Ptychochromis, phylogeny , systematic.

Encadreurs Impétrante Professeur RAMINOSOA RASOAMAMPIONONA Noromalala Nom et Prénoms : Docteur RANDRIANIAINA Roger Daniel RAKOTOMAMONJY Lovaharisoa Laboratoire de Biologie des Populations Aquatiques Mampianina Département de Biologie Animale Adresse : Lot 025 K2 Ivato Faculté des Sciences Tél : 034 13 755 89/ 033 29 716 49 Université d’Antananarivo E-mail: [email protected]

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