View metadata, citation and similar papers at core.ac.uk brought to you by CORE

provided by Jagiellonian Univeristy Repository

Wiadomości Botaniczne 52(3/4): 43–53, 2008

Neurotoksyny syntetyzowane przez sinice

Jan BIAŁCZYK, Zbigniew LECHOWSKI, Beata BOBER

BIAŁCZYK J., LECHOWSKI Z., BOBER B. 2008. synthesized by . Wiadomości Botaniczne 52(3/4): 43–53. Cyanobacterial neurotoxins constitute one of the most toxic substances synthesized by living organisms. They are characterised by an unusually quick action that brings about the death of humans or animals within seconds or a few minutes of their consumption without the possi- bility of administering an antidote. The mechanism by which they act involves disturbance of the process of Na+ ions transportation in the neuromuscular systems. The neurotoxins contain nitrogen in their composition and are mostly alkaloids. They are synthesized by cyanobacteria living at all ecological niches. Certain species of free-living cyanobacteria (for example, Cy- lindrospermopsis raciborskii, Scytonema sp.) or those entering into symbiosis with plants (for example Nostoc sp.) produce β-methylaminoalanine. This non-protein may act as a ‘slow ’ inducing neurodegenerative diseases (amyotrophic lateral sclerosis, parkinsonism, dementia complex). The article discusses the classifi cation and chemical composition of cy- anobacterial neurotoxins, the mechanism of their action as well as the environmental threats that arise with the appearance of cyanobacterial blooms.

KEY WORDS: cyanobacterial blooms, secondary metabolites,

Jan Białczyk, Zbigniew Lechowski, Beata Bober, Zakład Fizjologii i Biologii Rozwoju Roślin Uniwersytetu Jagiellońskiego, ul. Gronostajowa 7, 30-386 Kraków, e-mail: [email protected]

WSTĘP z pól (Antoniou et al. 2005). Sinice syntetyzują i wydalają do środowiska metabolity wtórne Okresowo pojawiające się zakwity niektórych o różnej bioaktywności. Wiele z tych związków gatunków sinic, żyjących w słodkowodnych wykazuje toksyczne działanie i staje się przy- i zasolonych zbiornikach były obserwowane od czyną zatruć: ludzi, bydła, psów, ptaków oraz wielu lat. Autorem pierwszego w literaturze na- zwierząt żyjących w wodzie między innymi: ukowej doniesienia o ich występowaniu w przy- ryb, małży, ślimaków i stawonogów (Gorham rodzie był Francis (1878), a dotyczyło ono et al. 1964, Gugger et al. 2005, Dittmann, Wie- masowego pojawienia się Nodularia sp. u ujścia gand 2006). Toksyny sinicowe oddziałują na rzeki Murray River w Australii. Od tego czasu organizmy w wyniku: kontaktu ze skórą, picia częstotliwość pojawiania zakwitów sinicowych zanieczyszczonej wody lub konsumpcji orga- stale wzrasta, co jest wynikiem eutrofi zacji nizmów wodnych stanowiących różne ogniwa zbiorników wody powodowanej między innymi łańcucha trofi cznego. Do chwili obecnej ziden- przedostawaniem się do nich zwiększonych tyfi kowano około 40 rodzajów sinic, które syn- ilości odpadów komunalnych i przemysłowych, tetyzują związki o różnej budowie chemicznej, w tym detergentów oraz nawozów sztucznych wykazujące potencjalne działanie toksyczne. 44 J. Białczyk et al.

Na podstawie efektów ich oddziaływania u krę- stwierdzone u przedstawicieli gatunków wszyst- gowców, związki te zostały sklasyfi kowane kich sekcji sinic, w tym także tych wchodzących jako: hepatotoksyny (mikrocystyna, nodula- w symbiozę z tkankami niektórych roślin. ryna), cytotoksyny (np. cylindrospermopsyna), W drodze syntezy chemicznej otrzymano neurotoksyny (np. anatoksyna, saksitoksyna) analogi prawie wszystkich neurotoksyn. Neuro- i dermatotoksyny wywołujące choroby i podraż- toksyny są również nieocenionym narzędziem nienia skóry (np. lipopolisacharydy, lyngbyatok- biochemicznym wykorzystywanym do badań syna). Niektóre gatunki sinic mogą produkować funkcji receptorów kanałów jonowych. Ponadto, kilka rodzajów toksyn równocześnie, wykazują- mają one zastosowanie w farmacji oraz jako cych odmienny mechanizm działania i wywo- środki owadobójcze. łujących choroby różnych organów człowieka W niniejszym artykule zostanie przedsta- i zwierząt. Wykazano, że występowanie wielu wiony przegląd neurotoksyn pochodzenia sini- groźnych chorób, między innymi nowotworów, cowego, ich budowa chemiczna, właściwości, było w niektórych regionach świata, np. w Chi- mechanizm działania, jak również zagrożenia nach i Australii, skorelowane z zawartością środowiskowe, pojawiające się wraz z wystą- toksyn sinicowych w wodzie pitnej i/lub ich pieniem zakwitu sinic o określonym składzie stężeniem w konsumowanych zwierzętach gatunkowym. wodnych. Z tych względów, zawartość toksyn powinna być monitorowana w zbiornikach wody NEUROTOKSYNY SINIC pitnej i rekreacyjnej. SŁODKOWODNYCH Przedstawiany obecnie artykuł obejmuje in- formacje skoncentrowane na opisie neurotoksyn Do grupy tych związków zalicza się: ana- pochodzenia sinicowego, związków należących toksynę-a, homoanatoksynę-a i anatoksynę-a(s). do jednych z najbardziej toksycznych substancji Anatoksyna-a (Ryc. 1, ANTX-a) jest niesyme- produkowanych przez żywe organizmy. Za- tryczną, dicykliczną, wtórną aminą posiadającą grożenia związane z ich działaniem dotyczą szkielet homotropanowy, który strukturalnie zaburzeń procesu transportu jonów w neurosys- zbliżony jest do alkaloidu kokainy. W tok- temach organizmów zwierzęcych. Zawierają one sycznych ilościach jest ona produkowana przy w swoim składzie azot i w większości należą masowym pojawianiu się następujących sinic: do alkaloidów (Gerwick et al. 2001). Budowa Aphanizomenon sp., Anabaena flos-aquae, chemiczna niektórych z nich została poznana A. circinalis, Cylindrospermum sp., Plankto- już w latach siedemdziesiątych XX wieku. Od- thrix sp. (dawniej Oscillatoria), Microcystis krywane są jednak stale nowe związki, często aeruginosa (Devlin et al. 1977, Sivonen et al. o niezwykle wysokim stopniu toksyczności. 1989, Edwards et al. 1992) i Phormidium fa- Neurotoksyny produkowane przez sinice słod- vosum (Gugger et al. 2005). Śmierć organizmu kowodne i morskie charakteryzują się niezwykle następuje w ciągu kilku minut po kontakcie lub szybkim działaniem, prowadząc do śmierci konsumpcji anatoksyny-a, dlatego często jest osobnika, często w czasie kilku sekund lub ona nazywana „bardzo szybkim czynnikiem minut, bez możliwości zastosowania ratującego śmierci” (Gorham et al. 1964). Anatoksyna-a życie antidotum. Występowanie neurotoksyn jest ekstremalnie silnym agonistą receptorów nie jest ograniczone jedynie do słodkowodnych nikotyno-acetylocholinowych (nACh). Wiąże i morskich środowisk. Wzrastająca liczba infor- się ona z neuronowymi receptorami nACh, co macji potwierdza fakt, że stwardnienie boczne prowadzi do aktywacji nerwowo-mięśniowych zanikowe-choroba Parkinsona-kompleks de- receptorów nACh (Costa et al. 1990, Wonnacott mencji (ALS-PD) mogą być powodowane przez et al. 1991, Wonnacott, Gallagher 2006). Pozo- konsumpcję β-metyloaminoalaniny (BMAA). ruje ona działanie naturalnego neurotransmitera, Synteza i akumulacja tego związku zostały jakim jest acetylocholina (ACh), prowadząc Neurotoksyny syntetyzowane przez sinice 45

Ryc. 1. Budowa chemiczna neurotoksyn sinicowych. ANTX-a – anatoksyna-a, homoANTX-a – homoanatoksyna-a, ANTX- a(s) – anatoksyna-a(s), BMAA – β-metyloaminoalanina, STX – saksitoksyna, LTX – lyngbyatoksyna, ATX A – antillatoksyna A, JTX (typ C) – jamaikamid (typ C), KTX – kalkitoksyna. Fig. 1. Chemical structure of cyanobacterial neurotoxins. ANTX-a – anatoxin-a, homoANTX-a – homoanatoxin-a, ANTX-a(s) – anatoxin-a(s), BMAA – β-methylaminoalanine, STX – , LTX – lyngbyatoxin, ATX A – A, JTX (type C) – jamaicamide (type C), KTX – kalkitoxin. do depolaryzacji błon komórek nerwowych przez Ach-esterazę. Te dwie właściwości ana- i mięśni. Anatoksyna-a wykazuje większe po- toksyny-a powodują ponadstymulację tkanek winowactwo do receptora nACh niż sama nerwowo−mięśniowych i peryferycznych mięśni ACh (Carmichael et al. 1979), przez co silnie szkieletowych. Staje się to przyczyną paraliżu i trwale wiąże się z tym receptorem. Odmiennie funkcji oddechowych, a objawami są drgawki, niż ACh, anatoksyna-a nie jest hydrolizowana konwulsje i śmierć, która jest następstwem 46 J. Białczyk et al. uduszenia się organizmu (Carmichael et al. syntetyzowana przez Anabaena flos-aquae 1979, Carmichael 1997, Holladay et al. 1997). i A. lammermanii (Mahmood, Carmichael 1986, W badaniach przeprowadzonych in vitro, w za- Onodera et al. 1997). Symptomy zatruć powo- leżności od organizmu, dawka letalna wahała się dowane przez anatoksynę-a(s) są podobne do od 20 do 200 nM/kg (Swanson et al. 1986). Ana- wywoływanych przez anatoksynę-a, a różni je toksyna-a wykazuje większą stereoselektywność dodatkowo stymulacja produkcji śliny u krę- niż inni agoniści receptorów nikotynowych. Jest gowców. (S) w nazwie pochodzi od angielskiego to wynikiem wiązania się silniej tej toksyny z re- słowa salivation wskazującego na ślinienie (Car- ceptorem poprzez trzy lub więcej miejsc inte- michael 1997). Jej struktura chemiczna, jak rakcji. W warunkach naturalnych neurotoksyna i mechanizm działania, są jednak całkowicie ta występuje w formie dwóch enancjomerów. odmienne od dwóch poprzednio opisywanych Enancjomer (+)−anatoksyny-a może być nawet toksyn. Anatoksyna-a(s) jest naturalnie występu- do 1000 razy bardziej biologicznie aktywny jącym fosforanem organicznym, który w swoim niż (−)−anatoksyna-a (Swanson et al. 1986, działaniu jest podobny do syntetycznie otrzymy- Macallan et al. 1988). Enancjomer (+)−anatok- wanych tego typu związków, stosowanych jako syny-a wiąże się z wysokim powinowactwem środki owadobójcze (Matsunaga et al. 1989). do receptora nikotynowego α4β2 (Ki = 0,34 Syntezę organicznych fosforanów będących nM) w porównaniu do α3β4 i α7 receptorów inhibitorami ACh-esterazy wykazano również nikotynowych (Ki = 2,5 i 91 nM, odpowiednio) u lądowych bakterii, np. u Streptomyces antibio- (Daly 2005). Obecnie nie jest znane antidotum ticus (Neumann, Peter 1987). Anatoksyna-a(s) dla zatruć powodowanych przez anatoksynę-a. jest produkowana wyłącznie przez sinice. Ha- Jedyną możliwością uniknięcia zatrucia pozo- muje ona aktywność ACh-esterazy w sposób staje więc wczesne jej wykrywanie w zbiorni- nieodwracalny (Hyde, Carmichael 1991), przez kach wody poprzez stałe ich monitorowanie, a co uniemożliwia degradację ACh i prowadzi do przede wszystkim ochrona przed nadmiernym ponadstymulacji mięśni (Mahmood, Carmichael rozwojem w nich sinic. Anatoksyna-a jest wraż- 1986, 1987). liwa na działanie światła słonecznego, alkaliczne pH i temperaturę powyżej 40°C. Metabolity NEUROTOKSYNY SINIC powstające w wyniku fotochemicznej i/lub po- SŁODKOWODNYCH I LĄDOWYCH średniczonej tlenem degradacji anatoksyny-a, np. dihydroksyanatoksyna-a, tracą toksyczne Stwardnienie boczne zanikowe-choroba właściwości. Te utlenione produkty są ważne Parkinsona i kompleks demencji (ALS-PD) jako biomarkery toksyczności i mogą być wy- są chorobami neurodegradującymi. Nasilenie korzystywane w badaniach nad mechanizmem tych chorób obserwowano często w niektórych działania anatoksyny-a (James et al. 1998). regionach Wschodniego Pacyfi ku (Indonezja, Homoanatoksyna-a (Ryc. 1, homoANTX-a) Japonia, wyspa Guam) (Duncan et al. 1988). produkowana jest przez sinice Planktothrix sp. Są to choroby górnych i dolnych nerwów mo- (Skulberg et al. 1992, Furey 2003) i Raphidopsis torycznych, a ich objawami są: atrofi a mięśni, mediterranea (Namikoshi et al. 2003). Jest ona osłabienie, paralityczne skurcze, spowolnienie rzadkim analogiem anatoksyny-a, w którym w ruchu, drżenie, zanik elastyczności mięśni, brak miejscu C11 w łańcuchu występuje grupa me- zdolności rozpoznawania i demencja podobna do tylowa. Homoanatoksyna-a jest potencjalnie ak- diagnozowanej w chorobie Alzheimera (Weiss et tywnym agonistą postsynaptycznych receptorów al. 1989, Brownson et al. 2002). Częstotliwość nACh w kompleksach kanałów jonowych o po- występowania ALS-PD w tych regionach była dobnej aktywności jak anatoksyna-a (Lilleheil 50–100 razy powszechniejsza niż w krajach et al. 1997) . rozwiniętych (Moore et al. 1992). Intensywne Anatoksyna-a(s) (Ryc. 1, ANTX-a(s)) jest studia nad genealogią tych chorób wykluczyły Neurotoksyny syntetyzowane przez sinice 47 uwarunkowania genetyczne jak również na- ludności Chammoro (Guam) było spożywanie stępstwo ewentualnych infekcji. Wskazywały nietoperzy (Pteropus mariannus) karmionych natomiast na oddziaływanie czynników środowi- wcześniej nasionami cykasów (Banack, Cox skowych (Weiss et al. 1989). W tych regionach 2003, Cox et al. 2003). świata powszechnie spożywane są produkty W tkankach skóry tych nietoperzy, pobranych roślinne uzyskiwane od przedstawicieli rodziny z muzeum zoologicznego w Berkeley (USA), Cycadaceae. Konsumpcja nasion lub innych stwierdzono zawartość od 1287 do 7502 μg części roślin pochodzących z sześciu spośród BMAA/g suchej masy (Duncan 1992). Zmniej- dziewięciu występujących rodzajów sagowców szenie populacji nietoperzy w tym regionie spo- inicjowała rozwój ALS-PD (Vega, Bell 1967, wodowało po 10–20 latach ograniczenie liczby Schneider et al. 2002). Potwierdzono doświad- przypadków chorób neurologicznych (Cox czalnie w Australii i Wschodnich Indiach, że et al. 2003). W dalszych badaniach wykazano, karmienie bydła liśćmi cykasów powodowało że BMAA występuje również u niektórych ga- objawy nieodwracalnego paraliżu (Seawright et tunków reprezentujących wszystkie sekcje sinic al. 1990), podobnego do klasycznego latyryzmu, niezależnie od środowiska życia (Cox et al. choroby układu nerwowego, stwierdzonej 2005). Zawartość BMAA u niektórych słodko- u zwierząt po konsumpcji β-oxyloaminoalaniny wodnych sinic może być niezwykle wysoka, np. (BOAA) występującej u Lathyrus sativus (Weiss u Cylindrospermopsis raciborskii wynosiła 6478 et al. 1989). Ponadto wykazano, że w morfo- μg/g świeżej masy w formie wolnej, natomiast logicznie wyspecjalizowanych bulwiastych ko- u Scytonema sp. występowała w formie zwią- rzeniach cykasów rosnących nad powierzchnią zanej z białkami w ilości 1733 μg/g świeżej masy. gleby (corraloidach) występowała w przestwo- Fakt, że większość sinic produkuje BMAA suge- rach międzykomórkowych kory pierwotnej sym- ruje, że to poprzez łańcuch trofi czny dochodzi biotyczna sinica Nostoc sp. zdolna do wiązania do podwyższenia ich poziomu do toksycznego azotu atmosferycznego. W tkance tej wyka- stężenia w białkach ludzkich. Efekty spożywania zano β-metyloaminoalaninę (Ryc. 1, BMAA) BMAA ujawniają się dopiero po długim czasie, w ilości około 0,3 μg/g świeżej masy. Podobnie być może kumulowanego ich działania, a cho- w przypadku paproci wodnej Azolla fi liculo- roba często jest diagnozowana dopiero u osób po ides i krzewu Gunnera kaudiensis zdolnych do 40 roku życia. Sugerowało to, że działa ona jako symbiozy z Nostoc sp. wykazano, że zawartość „wolno działająca toksyna” (Armon 2003). Po- BMAA w ich tkankach ulegała podwyższeniu stuluje się, że BMAA, która jest aminokwasem odpowiednio do wartości 2 i 4 μg/g świeżej niebiałkowym, jest związana lub stowarzyszona masy. Symbiotyczne sinice produkują BMAA, z białkiem. Murch et al. (2004) stwierdzili, że która jest następnie transportowana do trofi cz- BMAA występuje w ilości od 87 do 240 razy nych liści i nasion sagowców (Cox et al. 2003). większej w formie związanej z białkiem niż Z nasion wyciskany jest sok, olej oraz produ- jako wolna pula aminokwasowa w większości kowana mąka, które to produkty konsumuje tu- trofi cznych ekosystemów wyspy Guam. BMAA bylcza ludność. Stopniowy, opóźniony rozwój funkcjonuje w białkach jako endogenny, neuro- ALS-PD u ludności spożywającej mąkę otrzy- toksyczny czynnik. Inkorporacja niebiałkowego mywaną z nasion cykasów był efektem częścio- aminokwasu do białka prowadzi do powsta- wego wymywania BMAA podczas wstępnych wania białek o aberacyjnej funkcji (Murch et procesów technologicznych. Z dokładnych al. 2004). Efekty działania BMAA mogą być analiz wynika, że zawartość BMAA w 100 g związane z depolaryzacją postsynaptycznych świeżej masy nasion wynosiła początkowo od neuronów. Związane jest to z uwalnianiem me- 64 do 143 μg, a po procesie wymywania o około chanizmu blokady jonów Mg2+ w Ca2+ – kana- 80% mniej (Duncan et al. 1988). Dodatkowym łach, a przez to napływem wapnia do komórek źródłem BMAA w łańcuchu pokarmowym nerwowych, co w konsekwencji powoduje ich 48 J. Białczyk et al.

degradację (Alam et al. 1990, Allen et al. 1993). do zabicia człowieka (Tennant et al. 1955). LD50 Mechanizm działania BMAA jest podobny do (dawka półletalna) dla STX w wyniku injekcji wywieranego przez kwas domoinowy produko- dootrzewnej dla 20 g myszy wynosiła około wany przez morskie okrzemki (Brownson et al. 10 μg/kg. Zwierzęta większych rozmiarów 2002). Nie można również wykluczyć interakcji wykazują większą tolerancję na STX. Bardziej efektów oddziaływania dwóch lub więcej czyn- oporne na jej działanie są zwierzęta zimno- ników chemicznych, takich jak np. cykasyny krwiste niż stałocieplne (Twarog et al. 1972). i BMAA, ponieważ obydwa rodzaje związków Występuje wiele gatunków zwierząt, u których występują w cykasach równocześne (Tanner, STX nie wywołuje efektu chorobowego, należą Kurland 1993, Murch et al. 2004). do nich między innymi niektóre stawonogi, szkarłupnie, ślimaki, małże, a nawet ryby i ża- NEUROTOKSYNY SINIC chwy (Llewellyn 2006). SŁODKOWODNYCH I MORSKICH Obecnie znanych jest ponad 40 naturalnych analogów STX. Różnice w budowie chemicznej Do najbardziej neurotoksycznych alkalo- dotyczą głównie stopnia hydratacji i sulfatacji idów należy saksitoksyna (STX) (Ryc. 1, STX). pierścienia. Do analogów należą pochodne hy- Znana jest ona głównie jako „toksyna paraliżu- droksylowe, np. neosaksitoksyna (neoSTX), jak jąca ryby przyszelfowe” ale wywiera również również dekarboksylowane pochodne znane efekt letalny na inne gatunki zwierząt wodnych, jako gonyautoksyny (GTX) (Bordner et al. między innymi na małże (Llewellyn 2006). Pro- 1975, Walkers, Kao 1980, Koehn et al. 1981, dukowana jest ona przez kilka taksonów sinic Alam et al. 1982, Schantz 1986). Oczyszczona (Aphanizomenon fl os-aquae, Anabaena sp., Cy- STX jest białą higroskopijną substancją roz- lindrospermopsis sp., Planktothrix sp., Trichode- puszczalną w wodzie, nie absorbującą promie- smidium sp. i Lyngbya wollei) (Carmichael et al. niowania UV powyżej 210 nm. W formie soli 1997, Pomati et al. 2000, 2004a, b, Carmichael, dihydrochlorku STX jest stabilna w roztworze Wayne 2001), jak również przez taksonomicznie kwaśnym, natomiast traci aktywność w zakresie odległe grupy organizmów (wiciowiec Gonyalax pH od 7 do 9 (Schantz et al. 1958). STX jest tamariensis, mięczak Saxidonus giganteus, kra- heterocykliczną guanidyną, która w sposób se- snorost Jania sp. oraz bakteria Protogonyalax lektywny niezwykle szybko blokuje kanały so- tamariensis) (Kodama et al. 1988). Pojawiające dowe regulowane zmianami napięcia (VGSC) się zakwity sinic produkujących STX mogą wy- w pobudzonych błonach komórek systemów stępować w płytkich, małych zbiornikach wód neuromięśniowych (Kao 1966, Catterall 1980). powierzchniowych, zatokach przybrzeżnych Jedną z ważnych cech STX i jej analogów obszarów morskich, jak również w jeziorach. jest obecność dwóch dodatnio naładowanych Przykładem może być zakwit Anabaena circi- grup guanidynowych. Reszta guanidynowa jest nalis, gatunku neurotoksycznego i hepatotok- jednym z kilku kationów, które mogą efektywnie sycznego w 1991 roku w Australii, obejmujący działać jako substytut sodu w czasie tworzenia obszar około 1000 km2 (Humpage et al. 1993). potencjału czynnościowego. Hipotetyczny me- Konsekwencją działania STX jest paraliż układu chanizm działania STX oparty jest na tej właści- oddechowego prowadzący do śmierci orga- wości. Grupy guanidynowe STX, podobnie jak nizmu. Letalna dawka STX dla człowieka nie sód, wchodzą do kanału, ale wiążą się trwale jest znana, jednak udało się określić jej przy- z białkami kanałowymi, co uniemożliwia trans- bliżoną wartość poprzez liczne porównawcze port sodu do komórki (Kao, Nishiyama 1965). ilościowe analizy małży konsumowanych przez STX oddziaływuje nie tylko na mięśnie od- ofi ary zatruć. W literaturze naukowej istnieje dechowe, ale również na inne neuromięśniowe tylko jedno doniesienie, w którym opisano, że systemy, np. na układ sercowo-naczyniowy. przyjęcie 1 mg STX jest dawką wystarczającą Obniżenie wydajności pracy serca może być Neurotoksyny syntetyzowane przez sinice 49 efektem hamowania przez STX szybko działa- badań doprowadziły do odkrycia trzech alkalo- jących kanałów sodowych mięśnia sercowego idów lyngbyatoksyny (A, B i C) o podobnym i włókien Purkinjego. Szok sercowo-mięśniowy mechanizmie działania. Wszystkie lyngbyatok- wywołany dużą dawką STX prowadzi do spadku syny są potencjalnymi aktywatorami kinazy ciśnienia krwi w naczyniach, osłabienia pracy białkowej C i dekarboksylazy ornitynowej. serca, zaniku obiegu żylnego krwi i w ostatecz- Aktywacja kinazy białkowej C i wzmożenie ności do hipoksji (Kao et al. 1967, Borison et al. fosforylacji histonów indukuje powstawanie 1980, Chang et al. 1993, Andrinolo et al. 1999). nowotworów. Natomiast aktywacja Na+/H+ an- Wyniki badań sugerują, że STX może interre- typortu indukuje powolny rozwój kontrakcji agować z podtypami obydwu Ca2+- i K+- ka- aorty (Robinson 1991). Oprócz oddziaływania nałów (Wang et al. 2003). K+- kanały odgrywają drażniącego skórę, lyngbyatoksyna ma również ważną rolę w repolaryzacji mięśnia sercowego właściwości hepatotoksyczne. (Warmke, Ganetzky 1994, Sanguinetti et al. Lyngbya majuscula jest producentem kilku 1995). STX modyfi kuje w sposób kompleksowy niezwykle groźnych neurotoksyn. Toksyny te mechanizm działania tych kanałów (Wang et al. oddziaływują w różny sposób na modulowanie 2003). Podobnie L - typ Ca2+- kanałów wystę- funkcji kanałów sodowych. W 1991 roku stwier- pujących w mięśniu sercowym uniemożliwia dzono, że ekstrakt ze szczepu tej sinicy pocho- napływ wapnia do komórek podczas interakcji dzącej z wód otaczających Curacao był silnie pobudzenie−kontrakcja w miocytach komory toksyczny dla wielu zwierząt, m.in. ślimaków, serca (Adachi-Akahane et al. 1997). STX czę- stawonogów i ryb. Wyizolowana neurotoksyna ściowo hamowały aktywność L-typów Ca2+- nazwana została rybotoksyną, a następnie skla- kanałów, a efekt ich działania był zależny od syfi kowana jako antillatoksyna (ATX). Biotesty wielkości zastosowanej dawki (Su et al. 2004). toksyczności wykonane na rybach należących do gatunku Carasius carasius wykazały, że śmierć NEUROTOKSYCZNE ALKALOIDY w ich przypadku następowała w czasie mikro- MORSKICH SINIC sekundowym, a LD50 wynosiła około 50 ng/ml wody (Orjala et al. 1995). ATX jest tripeptydem Badania nad tą grupą toksyn koncentrowały (złożonym z L-alaniny, L-N-metylowaliny się głównie na metabolitach wtórnych syntety- i glicyny) połączonym z nienasyconym li- zowanych przez pochodzące z różnych regionów pidem zawierającym liczne grupy metylowe geografi cznych szczepy morskiej sinicy Lyngbya (siedem z 17 atomów węgla występuje w gru- majuscula. Gatunek ten występuje powszechnie pach metylowych (ATX A) (Ryc. 1, ATX A) (Li w wodach lagun i zatok większości mórz na et al. 2004). Wyizolowano drugi rodzaj ATX świecie. Sinica ta produkuje kilka metabolitów B, który różni się od ATX A występowaniem o charakterze alkaloidów wywierających róż- L-N-metylohomofenyloalaniny w miejsce L-N- norodne efekty toksyczne na żywe organizmy. metylowaliny (Nogle et al. 2001). W biotestach W latach 70. XX wieku stwierdzono, że szczep toksyczności aktywność ATX B była około 10 pochodzący z wód laguny Wysp Marshalla, zatok razy mniejsza niż ATX A. Stwierdzono wystę- wokół Hawajów oraz innych regionów Pacyfi ku powanie naturalnego stereoizomeru (4R, 5R), produkuje alkaloid indolowy nazwany lyngbya- który był około 25 razy bardziej bioaktywny toksyną (Ryc. 1, LTX). Kontakt skórny z tym w porównaniu do pozostałych trzech innych związkiem (np. podczas kąpieli lub surfi ngu) konfi guracyjnych izomerów (4S, 5R; 4R, 5S; wywołuje podrażnienia skóry u ludzi i może 4S, 5S) (Li et al. 2004). być również toksyczny dla roślin (Cardellina et Ze szczepu Lyngbya majuscula, pochodzą- al. 1979). Ponadto, promuje on powstawanie no- cego z wód przybrzeżnych Jamajki, wyizolowano wotworów i ma własności zabójcze dla nicieni trzy nieznane wcześniej lipopeptydy określone i roztoczy (Fujiki et al. 1988). Wyniki dalszych jako jamaikamidy A, B, C (Manger et al. 1995) 50 J. Białczyk et al.

(Ryc. 1, JTX C). Biotesty toksyczności dla o różnorodnym, szerokim spektrum oddziały- linii komórkowych mysich neuroblastów neu- wania na środowisko przyrodnicze. Wydaje się, ro-2a wykazały, że LD50 wynosił około 15 μM. że w miarę rozwoju metod analitycznych liczba Wszystkie te trzy komponenty blokowały ak- poznawanych nowych związków syntetyzowa- tywność kanałów sodowych przy stężeniu 5 μM. nych przez sinice o podobnych toksycznych W testach letalności przeprowadzonych dla właściwościach będzie w najbliższych latach złotej rybki jamaikamid B był najbardziej ak- wzrastała. tywny (100% śmiertelności obserwowano po 90 Artykuł powstał w ramach współpracy min. przy stężeniu 5 μM w wodzie), następnie z Miejskim Przedsiębiorstwem Wodociągów jamaikamid C (100% śmiertelności po 90 min. i Kanalizacji w Krakowie. przy stężeniu 10 μM) i jamaikamid A (subletalna μ toksyczność po 90 min. przy stężeniu 10 M) LITERATURA (Meyer et al. 1982). Jamaikamidy nie wykazy- wały (A, B) lub wykazywały słabą toksyczność ADACHI-AKAHANE S., LU L. Y., LI Z. P., FRANK J. S., dla krewetek (jamaikamid C przy stężeniu 10 μM PHILIPSON K. D., MORAD M. 1997. Calcium signal- ling in transgenic mice overexpressing cardiac Na+-Ca2+ powodował 25% śmiertelność). Pod względem exchanger. J. Gen. Physiol. 109: 717–729. budowy chemicznej jamaikamidy są poliketo- ALAM M., OSHIMA Y., SHIMIZU Y. 1982. About gonyan- nami zbudowanymi z dziewięciu jednostek octa- toxins-I, II, III and IV. Tetrah. Lett. 23: 321–322. nowych oraz trzech aminokwasów (L-alaniny, β ALAM N., ODAKA H., SAKAI S. J. 1990. Lyngbyatoxins B and -alaniny i S-metylometioniny) (Edwards et al. C, two new irritants from Lyngbya majuscula. J. Nat. 2004). Jamaikamidy hamują aktywność kanałów Prod. 53: 1593–1596. sodowych zależnych od napięcia, obniżając na- ALLEN C. N., SPENCER P. S., CARPENTER D. O. 1993. Beta- pływ jonów Na+ do komórek. N-methylamino-L-alanine in the presence of bicarbonate W 1996 roku ze szczepu L. majuscula, wy- is an agonist at non-N-methyl-D-aspartate-type recep- stępującego w wodach zatoki wokół Playa Kalki tors. Neuroscience 54: 567–574. (Curacao), wyizolowano kalkitoksynę (KTX). ANDRINOLO D., MICHEA L. F., LAGOS N. 1999. Toxic effects, pharmacokinetics and clearance of saxitoxin, a compo- Wykazuje ona silną aktywność toksyczną dla ryb nent of paralytic shellfi sh poison (PSP), in cats. Toxicon (LC50, czynnik wysokiej toksyczności, wynosił 37: 447–467. około 700 nM) i krewetek (LC50 około 170 nM). ANTONIOU M. G., DE LA CRUZ A. A., DIONYSIOU D. D. KTX jest lipoamidem z pięcioma stereogenicz- 2005. : New generation of water contamina- nymi centrami, czterema grupami metylowymi tions. J. Environ. Engineer. (ASCE) 131: 1239–1243. na łańcuchu węglowym, N-metyloamidem ARMON C. 2003. Western Pacifi c ALS/PDS and fl ying foxes: i pierścieniem tiazolowym (Ryc. 1, KTX). Neu- What’s next? Neurology 61: 291–292. rotoksyczność KTX była testowana na szczurach BANACK S. A., COX P. A. 2003. Biomagnifi cation of cycad neurotoxins in fl ying foxes: implications for ALS-PDC i wykazywała zależność od stężenia (LD50 wy- nosił 3,9 μM/kg). Jednakże toksyczność KTX in Guam. Neurology 61: 387–389. charakteryzowała się niezwykle długim czasem BERMAN F. W., GERWICK W. H., MURRAY T. F. 1999. Antil- latoxin and kalkitoxin, ichthyotoxins from the tropical działania – 22 godziny od momentu ekspozycji cyanobacterium Lyngbya majuscula, induce distinct (Berman et al. 1999). Działa ona w podobny temporal patterns of NMDA receptor-mediated neuro- sposób na kanały sodowe jak opisano w przy- toxicity. Toxicon 37: 1645–1648. padku powyżej scharakteryzowanych toksyn. BORDNER J., THIESSEN W. E., BATES H. A., RAPOPORT H. 1975. The structure of a crystalline derivative of saxi- toxin. The structure of saxitoxin. J. Am. Chem. Soc. PODSUMOWANIE 97: 6008–6012. Opisane w artykule metabolity wtórne syn- BORISON H. L., CULP W. J., GONSALVES S. F., MCCARTHY L. E. 1980. Central respiratory and circulatory depres- tetyzowane przez wybrane gatunki sinic sta- sion caused by intravascular saxitoxin. Brit. J. Phar- nowią przykład niezwykle silnych neurotoksyn macol. 68: 301–309. Neurotoksyny syntetyzowane przez sinice 51

BROWNSON D. M., MABRY T. J., LESLIE S. W. 2002. The occurrence, biosynthesis and impact on human affairs. cycad neurotoxic amino acid, β-N-methylamino-1- Mol. Nut. Food. Res. 50: 7–17. alanine (BMAA), elevates intracellular calcium leaves DUNCAN M. W. 1992. β-methylamino-L-alanine (BMAA) in dissociated rat brain cells. J. Ethnopharmacol. 82: and amyotrophic lateral sclerosis-Parkinsonism dementia 159–167. of the Western Pacifi c. Ann. New York Acad. Sci. 648: CARDELLINA J. H., MARNER F. J., MOORE R. E. 1979. Sea- 161–168. weed dermatitis. Structure of lyngbyatoxin. Science DUNCAN M. W., KOPIN I. J., GARRUTO R. M., LAVINE L., 204: 193. MARKEY S. P. 1988. 2-amino-3(methylamino)-propi- CARMICHAEL W. W. 1997. The cyanotoxins. Adv. Bot. Res. onic acid in cycad-derived food in an unlikely cause 27: 211–256. of amyotrophic lateral sclerosis/parkinsonism. Lancet 2: 631–632. CARMICHAEL W. W., WAYNE W. 2001. Health effects of toxin-producing cyanobacteria: “The Cyano-HABs”. EDWARDS C., BEATTIE K. A., SCRIMGEOUR C. M., COOD Hum. Ecol. Risk. Asses. 7: 1393–1407. G. A. 1992. Identifi cation of anatoxin-a in benthic cyano- bacteria (blue-green algae) and in associated dog poison- CARMICHAEL W. W., BIGGS D. F., PETERSON M. A. 1979. ings at Loch Insh, Scotland. Toxicon 30: 1165–1175. Pharmacology of anatoxin-a, produced by freshwater cyanophyte Anabaena fl os-aquae NCR-44-1. Toxicon EDWARDS D. J., MARQUEZ B. L., NAGLE L. M., MCPHAIL K., 17: 229–236. GOEGER D. E., ROBERTS M. A., GERWICK W. H. 2004. Structure and biosynthesis of the jamaicamides, new CARMICHAEL W. W., EVANS W. R., YIN Q. Q., BELL P., mixed polyketide-peptide neurotoxins from the marine MOCZYDLOWSKI E. 1997. Evidence for paralytic shell- cyanobacterium Lyngbya majuscula. Chem. Biol. 11: fi sh poisones in the freshwater cyanobacterium Lyngbya 817–833. wollei (Farlow ex Gomont) comb.nov. J. Appl. Env. Microbiol. 63: 3104–3110. FRANCIS G. 1878. Poisonous Australian Lake. Nature 18: 11–12. CATTERALL A. W. 1980. Neurotoxins that act on voltage- sensitive sodium channels in excitable membranes. Ann. FUJIKI H., SUGANUMA M., NINOMIYA M., YOSHIZAWA S., Rev. Pharmacol. Toxicol. 20: 15–43. YAMASHITA K., TAKAYAMA S., HITOTSUYANAGI Y., SAKAI S., SHUDO K., SUGIMURA T. 1988. Similar, potent CHANG F. C. T., BENTON B. J., LENZ R. A., CAPACIO B. R. tumor-promoting activity of all isomers of teleocidins A 1993. Central and peripheral cardiorespiratory effects of and B in a two-stage carcinogenesis experiment on the saxitoxin (STX) in urethane-anaesthetized guinea-pigs. skin of CD-1 mice. Cancer Res. 48: 4211–4214. Toxicon 31: 645–647. FUREY A., CROWLEY J., SHUILLEABHAIN A. N., SKULBERG COSTA A. C. S., SWANSON K. L., ARACAVA Y., ARONSTAM A. M., JAMES K. J. 2003. The fi rst identifi cation of the R. S., ALBUQUERQUE E. X. 1990. Molecular effects of rare cyanobacterial toxin, homoanatoxin-a in Ireland. dimethyloanatoxin on the peripheral acetylcholine re- Toxin 41: 297–303. ceptor. J. Pharmacol. Exp. Therap. 252: 507–516. GERWICK W. H., TAN L. T., SITACHITTA N. 2001. Nitrogen- COX P. A., B ANACK S. A., MURCH S. J. 2003. Biomagnifi ca- containing metabolites from marine cyanobacteria. tion of cyanobacterial neurotoxins and neurodegenera- Alkal. Chem. Biol. 57: 75–184. tive disease among the Chamorro people of Guam. Proc. GORHAM P. R., MCLACHLAN J., HAMMAR U. T., KIM W. K. Nat. Acad. Sci. USA 100: 13380–13383. 1964. Isolation and culture of toxic strains of Anabaena COX P. A., BANACK S. A., MURCH S. J., RASMUSSEN U., fl os-aquae (Lyngb.) de Brèb. Verh. Inst. Ver. Limnol. TIEN G., BIOLIGARE R. R., METCALF J. S., MORRISON 15: 796. L. F., CODD G. A., BERGMAN B. 2005. Diverse taxa of GUGGER M., LENOIR S., BERGER C., LEDREUX A., DRUART cyanobacteria produce beta-N-methylamino-L-alanine, J. C., HUMBERT J. F., GUETTE C., BERNARD C. 2005. a neurotoxic amino acid. Proc. Nat. Acad. Sci. USA First raport in a river in France of the benthic cyanobac- 102: 5074–5078. terium Phormidium favosum producing anatoxin-a asso- DALY J. W. 2005. Nicotinic agonists, antagonists, and modu- ciated with dog neurotoxicosis. Toxicon 45: 919–925. lators from natural sources. Cell. Mol. Neurobiol. 25: HOLLADAY M. W., DART M. J., LYNCH J. K. 1997. Neuronal 513–552. nicotinic acetylcholine receptors as targets for drug dis- DEVLIN J. P., EDWARDS O. E., GORHAM P. R., HUNTER N. R., covery. J. Med. Chem. 40: 4169–4194. PIKE R. K., STAVRIC B. 1977. Anatoxin-a, a toxic al- HUMPAGE A. R., ROSITANO J., BAKER P. D., NICHOLSON B. caloid from Anabaena flos-aquae NCR-44h. Can. C., STEFFENSEN D. A., BRETAG A. H., BROWN R. K. J. Chem. 55: 1367–1371. 1993. Paralytic shellfi sh poisons from freshwater blue- DITTMANN E., WIEGAND C. 2006. Cyanobacterial toxins– green algae. Med. J. Aust. 159: 423. 52 J. Białczyk et al.

HYDE E. G., CARMICHAEL W. W. 1991. Anatoxin-a(s), a natu- dium channel toxins: directed cytotoxicity assays of pu- rally occurring organophosphate, is an irreversible ac- rifi ed ciguatoxins, brevetoxins, , and seafood tive site-directed inhibitor of acetylcholinesterase (EC extracts. J. AOAC Int. 78: 521–527. 3.1.1.7). J. Bioch. Toxicol. 6: 195–201. MATSUNAGA S., MOORE R. E., NIEMCZURA W. P., CAR- JAMES K. J., FUREY A., SHERLOCK I., STACK M. A., TWOHIG M., MICHAEL W. W. 1989. Anatoxin-a(s), a potent anti- CAUDWELL F. B., SKULBERG O. M. 1998. Sensitive de- cholinesterase from Anabaena fl os-aquae. J. Am. Chem. termination of anatoxin-a, homoanatoxin-a and their Soc. 111: 8021–8023. degradation products by liquid chromatography with MEYER B. N., FERRIGINI N. R., PUTNAM J. E., JACOBSEN fl uorometric detection. J. Chromat. 798: 147–157. L. B., NICHOLS D. E., MCLAUGHLIN J. L. 1982. Brine KAO C. Y. 1966. , saxitoxin and their signifi - shrimp: a convenient general bioassay for active plant cance in the study of excitation phenomena. Pharmacol. constituents. Planta Med. 45: 31–34. Rev. 18: 997–1008. MOORE B. S., OHTANI I., DEKONING C. B., MOORE R. E., KAO C. Y., NISHIYAMA A. 1965. Actions of saxitoxin on CARMICHAEL W. W. 1992. Biosynthesis of marine nat- peripheral neuromuscular systems. J. Physiol. 180: ural products: microorganisms and macroalgae. Tetrah. 50–66. Lett. 33: 6595–6598.

KAO C. Y., SUZUKI T., KLEINHAUS A. L., SIEGMAN M. J. MURCH S. J., COX P. A., BANACK S. A. 2004. A mechanism 1967. Vasomotor and respiratory depressant actions of for slow release of biomagnifi ed cyanobacterial neuro- tetrodotoxin and saxitoxin. Arch. Int. Pharmacol. Ther. toxins and neurodegenerative disease in Guam. Proc. 165: 438–450. Nat. Acad. Sci. USA 101: 12228–12231.

KODAMA M., OGATA T., SATO S. 1988. Bacterial production NAMIKOSHI M., MURAKAMI T., WATANABE M. F., ODA T., of saxitoxin. Agric. Biol. Chem. 52: 1075. YAMADA J., TSUJIMURA S., NAGAI H., OISHI S. 2003. Simultaneous production of homoanatoxin-a, anatoxin-a KOEHN F. E., GHAZAROSSIAN V. E., SCHANTZ E. J., SCHNOES and a new non-toxic 4 hydroxyhomoanatoxin-a by a cy- H. K., STRONG F. M. 1981. Derivatives of saxitoxin. anobacterium Raphidiopsis mediterranea Skuja. Toxicon Bioorg. Chem. 10: 412–428. 42: 533–538.

LI W. J., MARQUEZ B. L., OKINO T., YOKOKAWA F., SHIO- NEUMANN R., PETER H. H. 1987. Insecticidal organophos- IRI T., GERWICK W. H., MURRAY T. F. 2004. Char- phates: Nature made them fi rst. Cell. Mol. Life Sci. 43: acterization of the preferred for the 1235–1237. neuropharmacologic actions of antillatoxin. J. Nat. Prod. 67: 559–568. NOGLE L. M., OKINO T., GERWICK W. H. 2001. Antillatoxin B, a neurotoxic lipopeptide from the marine cyanobacte- LLEWELLYN L. 2006. Saxitoxin, a toxic marine natural rium Lyngbya majuscula. J. Nat. Prod. 64: 983–985. product that targets a multitude of receptors. Nat. Prod. Rep. 23: 200–22. ONODERA H., OSHIMA Y., HENRIKSEN P., YASUMOTO T. 1997. Confi rmation of anatoxin-a(s), in the cyanobacterium LILLEHEIL G., ANDERSEN R. A., SKULBERG O. M., ALEX- Anabaena lemmermannii, as the cause of bird kills in ANDER J. 1997. Effects of a homoanatoxine-a-containing Danish lakes. Toxicon 35: 1645–1648. extract from Oscillatoria formosa (Cyanophyceae/cy- anobacteria) on neuromuscular transmission. Toxicon ORJALA J., NAGLE D. G., HSU V., GERWICK W. H. 1995. 35: 1275–1289. Antillatoxin: an exceptionally ichthyotoxic cyclic li- popeptide from the tropical cyanobacterium Lyngbya MACALLAN D. R. E., LUNT G. G., WONNACOTT S., SWANSON majuscula. J. Am. Chem. Sci. 117: 8281–8282. K. L., RAPOPORT H., ALBUQUERQUE E. X. 1988. Methy- POMATI F., BURNS B. P., NEILAN B. A. 2004a. Identifi cation llycaconitine and (+)-anatoxin-a differentiate between + nicotinic receptors in vertebrate and invertebrate nervous of an Na -dependent transporter associated with saxi- systems. FEBS Lett. 226: 357–363. toxin-producing strains of the cyanobacterium Anabaena circinalis. Appl. Env. Microbiol. 70: 4711–4719. MAHMOOD N. A., CARMICHAEL W. W. 1986. The pharma- POMATI F., MOFFITT M. C., CAVALIERE R., NEILAN B. A. cology of anatoxin-a(s), a produced by the 2004b. Evidence for differences in the metabolism of freshwater cyanobacterium Anabaena fl os-aquae NRC- saxitoxin and C1+2 toxins in the freshwater cyanobac- 525-17. Toxicon 24: 425–434. terium Cylindrospermopsis raciborskii. Bioch. Bioph. MAHMOOD N. A., CARMICHAEL W. W. 1987. Anatoxin-a(s), Acta 1674: 60–67. an anticholinesterase from the cyanobacterium Anabaena POMATI F., SACCHI S., ROSSETTI C., GIOVANNARDI S., ONO- fl os-aquae NRC-525-17. Toxicon 25: 1221–1227. DERA H., OSHIMA Y., NEILAN B. A. 2000. The freshwater MANGER R. L., LEJA L. S., LEE S. Y., HUNGERFORD I. M., cyanobacterium Planktothrix sp. FP1: molecular inden- HOKAMA Y., DICKEY R. W., GRANADE H. R., LEWIS R., tifi cation and detection of paralytic shellfi sh poisoning YASUMOTO T., WEKELL M. M. 1995. Detection of so- toxins. J. Phycol. 36: 553–562. Neurotoksyny syntetyzowane przez sinice 53

ROBINSON C. P., FRANZ D. R., BONDURA M. E. 1991. Effect TENNANT A. D., NAUBERT J., CORBELL H. E. 1955. An out- of lyngbyatoxin A from the blue-green alga Lyngbya break of paralytic shellfi sh poisoning. Can. Med. Assoc. majuscula on rabbit aorta contractions. Toxicon 29: J. 72: 436–439. 1009–1017. TANNER C. M., KURLAND L. T. 1993. Amytrophic lateral SANGUINETTI M. C., JIANG C. G., CURRAN M. E., KEATING sclerosis-parkinsonian-dementia complex on Guam. W: M. T. 1995. A mechanistic link between an inherited and M. B. STERN, W. C. KOLLER (red.), Parkinsonian syn-

an acquired cardiac arrhythmia: HERG encodes the Ikr dromes. Marcel Dekker, New York, s. 279–296. potassium channel. Cell 81: 299–307. TWAROG B. M., HIDAKA T., YAMAGUCHI H. 1972. Resist- SCHANTZ E. J. 1986. Chemistry and biology of saxitoxin and ance to tetrodotoxin and saxitoxin in nerves of bivalve related toxins. Ann. New York Acad. Sci. 479: 15–23. mollusks. Possible correlation with paralytic shellfi sh poisoning. Toxicon 10: 273–276. SCHANTZ E. J., MCFARREN E. F., SCHAFER M. L., LEWIS K. H. 1958. Purifi ed shellfi sh poison for bioassay stand- VEGA A., BELL E. A. 1967. α-amino-β-methylaminopropionic ardization. J. Assoc. Offi cial Agr. Chem. 41: 160–170. acid, a new amino acid from seeds of Cycas circinalis. Phytochemistry 6: 759–762. SCHNEIDER D., WINK M., SPORER F., LOUNIBOS P. 2002. Cycads: their evolution, toxins, herbivores and insect WALKERS S., KAO C. Y. 1980. Neurotoxic alkaloids from pollinators. Naturwissenschaften 89: 281–294. cyanobacteria. Fed. Proc. 39: 380–386.

SEAWRIGHT A. A., BROWN A. W., NOLAN C. C., CAVANAGH WANG J. X., SALATA J. J., BENNETT P. B. 2003. Saxitoxin is J. B. 1990. Selective degeneration of cerebellar cortical a gating modifi er of HERG K+-channels. J. Gen. Physiol. neurons caused by cycad neurotoxin, L-beta-methyl- 121: 583–598. aminoalanine (L-BMAA), in rats. Neuropath. Appl. WARMKE J. W., GANETZKY B. 1994. A family of potassium Neurobiol. 16: 153–169. channel genes related to eag in Drosophila and mam- SIVONEN K., KONONEN K., CARMICHAEL W. W., DAHLEM mals. Proc. Nat. Acad. Sci. USA 91: 3438–3442. A. M., RINEHART K. L., KIVIRANTA J., NIEMELA S. J. WEISS J. H., KOH J. Y., CHOI D. W. 1989. Neurotoxicity 1989. Occurrence of the hepatotoxic cyanobacterium of beta-N-methylamino-L-alanine (BMAA) and beta- Nodularia spumigena in the Baltic Sea and structure of N-oxolylamino-L-alanine (BOAA) on cultured cortical the toxin. Appl. Env. Microb. 55: 1990–1995. neurons. Brain Res. 497: 64–71. SKULBERG O. M., CARMICHAEL W. W., ANDERSEN R. A., WONNACOTT S., GALLAGHER T. 2006. The chemistry and MATSUNAGA S., MOORE R. E., SKULBERG R. 1992. In- pharmacology of anatoxin-a and related homotropanes vestigation of a neurotoxic Oscillatorialean strain (Cy- with respect to nicotinic acetylcholine receptors. Mar. anophyceae) and its toxin, isolation and characterization Drugs 4: 228–254. of homoanatoxin-a. Env. Tox. Chem. 11: 321–329. WONNACOTT S., JACKMAN S., SWANSON K. L., RAPOPORT H., SU Z., SHEETS M., ISHIDA H., LI F. H., BARRY W. H. 2004. ALBUQUERQUE E. X. 1991. Nicotinic pharmacology of Saxitoxin blokers L-type ICa. J. Pharmacol. Exp. anatoxin analogs. II. Side chain structure-activity re- Therap. 308: 324–329. lationship at neuronal nicotinic legand bindings sites. SWANSON K. L., ALLEN C. N., ARONSTAM R. S., RAP- J. Pharmacol. Exp. Therap. 259: 387–391. OPORT H., ALBUQUERQUE E. X. 1986. Molecular mecha- nisms of the potent and stereospecifi c nicotinic receptor agonist (+)-anatoxin-a. Mol. Pharmacol. 29: 250–257.