Kladistische Untersuchung mit morphologischen und chemischen Merkmalen zur Gliederung der

Inaugural-Dissertation zur Erlangung der Doktorwürde der Fakultät für Chemie und Pharmazie der Albert-Ludwigs-Universität Freiburg im Breisgau

vorgelegt von Ulrike Linder aus Rathenow

2001

Dekan: Prof. Dr. R. Schubert Leiter der Arbeit: Prof. Dr. H. Rimpler Referent: Prof. Dr. H. Rimpler Korreferent: Prof. Dr. D. Vogellehner

Tag der Bekanntgabe des Prüfungsergebnisses: 08. November 2001 Die vorliegende Arbeit wurde am Institut für Pharmazeutische Biologie der Albert-Ludwigs- Universität Freiburg unter Leitung von

Herrn Prof. Dr. H. Rimpler durchgeführt. Meinem Doktorvater danke ich sehr herzlich für die wissenschaftliche Betreuung. Er hat mit großem Interesse und Engagement den Werdegang meiner Arbeit verfolgt und mich in der Ausführung eigener Ideen unterstützt und gelenkt. Seine stete Diskussionsbereitschaft und die wertvollen Anregungen haben wesentlich zum Gelingen dieser Arbeit beigetragen.

Herrn Prof. Dr. D. Vogellehner danke ich für sein Interesse an dieser Arbeit und die Übernahme des Korreferates.

Bei Frau M. Schonhardt, Herrn Dr. M. Keller und besonders Herrn Dr. D. Hunkler (Institut für Organische Chemie und Biochemie) möchte ich mich herzlich für die Aufnahme der NMR-Spektren und die vielen praktischen Ratschläge im Umgang mit hydrolyseempfindlichen Substanzen bedanken.

Herrn C. Warth und Herrn Dr. J. Wörth (Institut für Organische Chemie und Biochemie) möchte ich für die Aufnahmen der ESI-MS-Spektren und Frau M. Weber für die zahlreichen Aufnahmen der GC-MS-Spektren danken.

Bei der Arbeitsgruppe für Zellbiologie unter Leitung von Herrn Prof. Dr. G. Neuhaus (Institut für Biologie II) möchte ich mich dafür bedanken, daß ich in ihren Räumen und mit ihren Geräten die Mikrotomschnitte anfertigen konnte. Mein besonderer Dank gilt dabei Frau S. Fleig, die mir mit unzähligen praktischen Tips zur Seite stand.

Der Botanischen Staatssammlung München, dem Botanischen Museum Berlin und dem Naturhistorischen Museum Wien danke ich für die Überlassung von Herbarmaterial.

Bei Tina Schlage möchte ich mich sehr für die Beschaffung von Pflanzenmaterial aus Tanzania bedanken.

Meinen besonderen Dank möchte ich Herrn H. Bunz aussprechen, der beständig und mit größter Sorgfalt die angezogenen Pflanzen zum Wachsen und zum Blühen brachte. In seinem Gewächshaus fand ich dank der Blütenpracht immer wieder zurück zu neuer Freude an meiner Arbeit.

Bei meinen Mitarbeiterpraktikanten Christina Hauser, Mira Kuisle und Daniel Zeiss möchte ich mich für die Unterstützung bei den phytochemischen Untersuchungen und die schöne Arbeitsatmosphäre bedanken.

Bei allen Mitarbeitern des Instituts für Pharmazeutische Biologie möchte ich mich herzlich für die schöne Zeit am Institut bedanken. Ursula von Mulert teilte während der ganzen Zeit alle meine Freuden und Sorgen und half mir bei Computerproblemen, mit Tina Schlage und Guido Lyß verbinden mich wertvolle Erlebnisse auf botanischen Exkursionen und im privaten Bereich. Alfred Schandelmaier konnte mich immer mit einem lustigen Sprüchlein aufmuntern und sorgte zusammen mit Herrn Dr. P. Düll für stetes Funktionieren der Geräte und die Beschaffung von Materialien.

Abschließend möchte ich mich ganz besonders bei meiner Familie und bei Sven bedanken. Sie haben mich mit ihrer Zuwendung beständig in meiner Arbeit gestärkt und auf diese Weise maßgeblich zum Gelingen der Arbeit beigetragen.

I ______Gliederung

1. Einleitung...... 1

2. Literaturteil...... 3

2.1. Bisherige Gliederungsvorschläge der Lamiaceae...... 3 2.2. Beschreibung der Unterfamilien...... 12 2.2.1. Chloanthoideae...... 12 2.2.2. Nepetoideae...... 14 2.2.3. ...... 16 2.2.4. Lamioideae...... 20 2.2.5. Pogostemonoideae...... 21 2.2.6. Scutellarioideae...... 23 2.2.7. Viticoideae...... 26 2.2.8. Symphorematoideae...... 29 2.3. Iridoide...... 30 2.3.1. Strukturen und Eigenschaften von Iridoiden...... 30 2.3.2. Biosynthese...... 32 2.3.3. Iridoide als taxonomisches Merkmal...... 39

3. Ergebnisse...... 43

3.1. Phytochemische Untersuchungen...... 43 3.1.1. Auswahl der Pflanzen...... 43 3.1.2. Isolierung und Identifizierung der Iridoide...... 44 3.1.3. Iridoide aus Gmelina asiatica...... 46 3.1.4. Iridoide aus Tinnea-Arten...... 64 3.1.4.1. Tinnea aethiopica...... 64 3.1.4.2. Tinnea vesiculosa...... 74 3.1.4.3. Tinnea zambesiaca...... 78 3.1.5. Iridoide aus Scutellaria galericulata...... 79 3.1.6. Iridoide aus Congea tomentosa...... 87 3.1.7. Iridoidführung der im Datensatz enthaltenen Arten...... 95 3.1.8. Kodierung der Iridoidmerkmale...... 103 3.2. Morphologische Merkmale und deren Kodierung...... 106 3.2.1. Kelche...... 106 3.2.2. Kronen...... 113 3.2.3. Fruchtknoten...... 118 3.2.4. Früchte...... 128 II ______

3.3. Datensatz und Merkmalsliste...... 135 3.4. Kladistische Untersuchungen...... 146 3.4.1. Einführung in Systematik und Kladistik...... 146 3.4.2. Wahl der Außengruppe...... 152 3.4.3. Analyse 1: Nepetoideae als Außengruppe...... 154 3.4.4. Analyse 2: Chloanthoideae als Außengruppe...... 162

4. Diskussion...... 171

5. Zusammenfassung...... 176

6. Experimenteller Teil...... 178

6.1. Morphologische Untersuchungen...... 178 6.2. Phytochemische Untersuchungen...... 183 6.2.1. Allgemeine Methoden...... 183 6.2.2. Isolierung und Charakterisierung der Verbindungen...... 193 6.2.3. Eigenschaften der Verbindungen...... 210 6.3. Datenauswertung...... 215

7. Anhang...... 216

7.1. Abbildungen der NMR-Spektren...... 216 7.2. Abbildungen der Fruchtknotenschnitte ...... 230 7.3. Datensatz...... 242 7.4. Kladogramme mit Jackknife- und Bootstrap-Werten...... 244 7.5. Überblick über Iridoidstrukturen...... 248 7.6. Abkürzungen der Arten und Dokumentation der Herbarbelege...... 254

8. Abbildungs-, Tabellen- und Abkürzungsverzeichnis...... 257

8.1. Abbildungsverzeichnis...... 257 8.2. Tabellenverzeichnis...... 262 8.3. Abkürzungsverzeichnis...... 263

9. Literaturverzeichnis...... 265 1 ______1. Einleitung

Die Vielfalt der Lebewesen weckt seit jeher das Interesse des Beobachters. Er möchte die Formenfülle kennenlernen und ihre Strukturen klären. Er möchte wissen, wie die einzelnen Organismen funktionieren und welche Stellung sie im Gesamtgefüge einnehmen. Jede einzelne Entdeckung steigert dabei die Faszination. Und mit der Faszination wächst der Wunsch, mehr über die Lebewesen zu erfahren. Beeindruckt von der Vielfalt in Gestalt und Funktion möchte der Beobachter letztlich immer wissen, wie diese entstehen konnte. Er möchte die Evolution begreifen und das natürliche System erkennen. Letztlich bleibt dieser Wunsch unerfüllt, aber die Annäherung an die tatsächlichen Abläufe ist mehr und mehr möglich. Jede neue Erkenntnis bringt die Systematiker ihrem Ziel näher, denn mit jedem neuen Merkmal können sie ihre Hypothesen ausbauen oder korrigieren. So ist Systematik beständig im Fluß. Innerhalb der Samenpflanzen stellen die Lamiaceae eine abgeleitete Pflanzenfamilie dar. Ihre Vertreter haben oft auffällige, zweilippige Blüten, einige fallen dazu noch durch einen angenehmen Duft auf. Viele Lamiaceae sind Gewürz- oder Heilpflanzen. Daher ist es kein Wunder, daß sich die Systematiker bereits intensiv mit dieser Pflanzenfamilie befaßt haben. Über lange Zeit galt für die Lamiaceae die Einteilung nach Briquet (1895, 1895-97). Obwohl etliche andere Autoren sowohl eine neue Gliederung innerhalb der Lamiaceae (Erdtmann, 1945; Wunderlich, 1967) als auch eine Erweiterung dieser Pflanzenfamilie vorschlugen (Junell, 1934), konnte sich erst Cantinos neue Einteilung aus dem Jahre 1992 durchsetzen und Eingang in Floren und Herbare finden. Cantinos Einteilung beruht auf einer kladistischen Untersuchung mit morphologischen Merkmalen (Cantino, 1992). Danach umfassen die gegenüber Briquet erweiterten Lamiaceae acht Unterfamilien: Viticoideae, Nepetoideae, Chloanthoideae, Teucrioideae, Ajugoideae, Scutellarioideae, Pogostemonoideae und Lamioideae. Im folgenden wurden weitere kladistische Analysen durchgeführt, viele davon mit molekularen Merkmalen. Zu den molekularen Merkmalen gehören DNA- Restriktionsstellen und DNA-Sequenzen (z. B. von den Chloroplastengenen ndhF und rbcL). Cantinos Gliederungsvorschläge konnten nun mit Ergebnissen aus ganz anderen Merkmalsbereichen überprüft werden. Viele von Cantinos Unterfamilien konnten dabei bestätigt werden. Dazu zählen Lamioideae, Nepetoideae, Pogo-stemonoideae und Scutellarioideae. In den anderen Unterfamilien wurden aufgrund der neuen Ergebnisse Änderungen vorgenommen. Aus den Chloanthoideae wurde die Gattung Tectona ausgeschlossen. Die Ajugoideae und Teucrioideae wurden zu einer Unterfamilie vereinigt, 2 ______und die Symphoremataceae wurden als eigene Unterfamilie in die Lamiaceae einbezogen. Cantinos Vermutung, daß die Viticoideae wohl keine eigenständige Unterfamilie darstellen, konnte bestätigt werden. Die Viticoideae umfassen mehrere, voneinander unabhängige Gruppen. Durch die kladistischen Analysen mit molekularen Merkmalen konnte auch die bisherige Vorstellung über die Verwandtschaft der Unterfamilien zueinander überprüft werden. Am verblüffendsten war dabei die Erkenntnis, daß die Lamioideae und Nepetoideae nicht nächste Verwandte sind, sondern an den zwei Enden des Stammbaums stehen. Sie sind also innerhalb der Lamiaceae weitmöglichst voneinander entfernt. Trotz der vielen Untersuchungen der letzten Jahre sind im Bereich der Lamiaceen-Systematik noch etliche Fragen offen geblieben. Beispielsweise herrscht über die Zugehörigkeit von Anisomeles zu den Pogostemonoideae oder Lamioideae noch immer Unklarheit (Cantino et al., 1992). Diese Frage möchten wir in unserer Arbeit klären. Außerdem stehen die Gattungen Premna und Gmelina aus der Unterfamilie Viticoideae in den verschiedenen kladistischen Analysen an unterschiedlichen Positionen (Wagstaff & Olmstead, 1997; Wagstaff et al., 1998; Olmstead et al., 1998; Cantino et al., 1999). Bei Wagstaff et al. (1998) erscheinen die beiden Gattungen als Schwestergruppe zu einer Gruppe, in der die Scutellarioideae eine basale Position einnehmen und sich Pogostemonoideae und Lamioideae anschließen. Mit unseren Untersuchungen möchten wir nun weitere Belege für die Stellung von Premna und Gmelina finden. Außerdem bietet jede kladistische Analyse mit zusätzlichen oder anderen Merkmalen neuen Diskussionsstoff für alle bislang vorliegenden Einteilungen. Unsere kladistische Analyse beruht auf verschiedenen morphologischen und chemischen Merkmalen. Viele der Merkmale gehen auf frühere Arbeiten unserer Arbeitsgruppe zurück (Rimpler et al., 1992; Schmidt, E.-M., 1997; Willmann, 1997). Im Rahmen dieser Arbeit wurde die Merkmalsliste um einige neue Merkmale erweitert. Diese beziehen sich insbesondere auf Kelch, Krone, Pollen, Fruchtknoten und Frucht. In den Datensatz wurden etliche neue Arten aufgenommen. Die meisten von ihnen gehören zu den Gattungen Premna und Gmelina bzw. zur Unterfamilie Scutellarioideae. Für eine vollständige Aufnahme der Merkmale war bei einigen der neu aufgenommenen Pflanzen eine Isolierung und Charakterisierung der Iridoid-glykoside nötig. Unsere Arbeit beschreibt die Isolierung und Identifizierung der Iridoide aus Gmelina asiatica, Tinnea aethiopica, T. vesiculosa, Scutellaria galericulata und Congea tomentosa.

3 ______2. Literaturteil

2.1. Bisherige Gliederungvorschläge der Lamiaceae

In der klassischen Einteilung der von Briquet (1895, 1895-1897), die sich in weiten Teilen an die von Bentham (1832-1836, 1848, 1876) anlehnt, werden die Vertreter entsprechend der Stellung des Griffels den Familien Lamiaceae und zugeteilt. Arten mit lobiertem Fruchtknoten und tief eingesenktem Griffel werden zu den Lamiaceae, Arten mit terminalem Griffel zu den Verbenaceae gerechnet. Diese Einteilung erscheint unnatürlich, da eine Vielzahl der Arten zwischen den beiden Extremen überleitet. Fruchtknoten mit etwas eingesenktem Griffel haben z. B. und Faradya (beide Verbenaceae sensu Briquet) sowie die Vertreter der Ajugoideae und Prostantheroideae (Lamiaceae sensu Briquet). Briquet räumte daher ein, daß die ”verbenoiden Lamiaceae” (Ajugoideae und Prostantheroideae) vielleicht zu den Verbenaceae zu rechnen seien oder eine Trennung in die zwei Familien aufzuheben sei. Junell (1934) untersuchte die Gynoeceummorphologie von Verbenaceae sensu Briquet und ”verbenoiden Lamiaceae” und schlug eine Neugliederung der Familien vor. Die Verbenaceae umfassen danach nur die Unterfamilie Verbenoideae, deren Vertreter sich durch eine marginale, also randständige Anheftung der Samenanlagen auszeichnen. Weiterhin sind sie durch traubige Blütenstände charakterisiert. Die Unterfamilie Stilboideae grenzt er als eigenständige Familie von den Verbenaceae ab. Alle anderen Vertreter der Verbenaceae sensu Briquet rechnet er zu den Lamiaceae, da sie wie diese deutlich vom Fruchtblattrand entfernte, auf der Innenseite des Karpells inserierte Samenanlagen haben (=laminale Plazentation). Allerdings sind die Fruchtknoten der „eigentlichen” Lamiaceae stark abgeleitet und lassen sich nur über Übergangsformen (Prasioideae sensu Briquet) dem laminalen Plazentationstyp zuordnen. Die Lamiaceae sensu Junell zeichnen sich weiterhin durch cymöse Blütenstände aus. Erdtman (1945) fand heraus, daß die in einem Teil der Lamiaceae sensu Briquet anzutreffenen 6(8-12)-colpaten (=6-faltigen) Pollenkörner im reifen Zustand immer 3-kernig sind, während die übrigen Vertreter 3(4)-colpate Pollen mit 2 Kernen aufweisen. Da diese zwei Merkmale gekoppelt auftreten, hielt Erdtman eine Aufteilung der Lamiaceae in zwei Gruppen, Nepetoideae und Lamioideae, für berechtigt. 4 ______

Wunderlich (1967) unterstützte durch ihre Untersuchungen Erdtmans Einteilung der Lamiaceae sensu Briquet. Neben palynologischen Mermalen zog sie Merkmale der Samenentwicklung und des reifen Samens heran. Die Nepetoideae sensu Erdtman mit 6- colpaten, dreikernigen Pollen weisen zudem einen eigenen Typus der Samenentwicklung (Saturejeae-Typus1) auf und besitzen endospermlose Samen mit investing-Embryo2. In den Lamioideae sensu Erdtman mit 3-colpaten, 2-kernigen Pollen finden sich hinsichtlich der Samenentwicklung und der Gestalt des Embryos im reifen Samen Übergangsformen von ursprünglich bis abgeleitet, jedoch ist ihnen das Auftreten von Endosperm im reifen Samen gemeinsam. Wunderlich gliederte daraufhin die Lamiaceae in 6 Unterfamilien, von denen die ersten vier Erdtmans Lamioideae, die letzten 2 Erdtmans Nepetoideae enthalten. Im folgenden wurden weitere Merkmale gefunden, die eine Abgrenzung der Nepetoideae sensu Erdtman von den übrigen Lamiaceae (Lamioideae sensu Erdtman) rechtfertigen. Eine Übersicht gibt Tabelle 2.1. Cantino und Sanders (1986) hoben jedoch hervor, daß innerhalb der Lamiaceen und Verbenaceen nur für die Nepetoideae sensu Erdtman Synapomorphien (z.B. hexacolpate Pollenkörner) die Monophylie der Unterfamilie belegen. Verbenaceae sensu Briquet sowie Lamioideae sensu Erdtman sind bestenfalls paraphyletische, eher jedoch polyphyletische Gruppen, die das Fehlen solcher Synapomorphien auszeichnet (z.B. keine hexacolpaten Pollenkörner). In einer kladistischen Analyse mit morphologischen Merkmalen konnte Cantino (1992) seine Aussage bestätigen. Er untersuchte darin die Lamiaceae sensu Junell, also die Arten mit laminaler Plazentation. Im Kladogramm sind drei Gruppen erkennbar: (A) Lamiaceae mit gynobasischem Griffel, Ajugeae mit suprareticulatem Pollen, Scutellarieae, Viticeae, und 8 weitere Gattungen aus 3 Unterfamilien der Verbenaceae; (B) Ajugeae mit spinulosen oder verrucaten Pollen, Clerodendreae, Caryopteroideae, Monochileae, und ; (C) Prostanthereae, Chloanthoideae und Tectona. Die Lamiaceae sensu Briquet sind nach dieser Analyse viermal unabhängig voneinander entstanden, es handelt sich also um eine polyphyletische Gruppe. Cantino schlägt daher in Anlehnung an Junell vor, nur die Verbenoideae in der Familie Verbenaceae zu belassen und

1 Saturejeae-Formtyp: Der Embryosack gliedert sich wie in den anderen Lamiaceae in einen micropylären und in einen chalazalen Teil, der aber hier größer bis gleich groß dem micropylären Teil ist. Nach der Befruchtung wird zelluläres Endosperm gebildet, was mit der Ausbildung eines sehr großen, meist 2kernigen micropylären Haustoriums und eines eher kleinen, stets 2kernigen chalazalen Haustoriums einhergeht. Die Aussackung des Integuments entwickelt sich spät und bleibt gering. Trichome an der Außenseite des Integuments fehlen. 2 Investing-Embryo: Ausgestreckter Embryo mit vergrößerten Cotyledonen, die die Achse aus Hypocotyl und Radicula teilweise überlappen.

5 ______die übrigen Verbenaceae in die Lamiaceae zu überführen. Beide Familien zeichnen sich nun durch Synapomorphien aus und sind daher mit großer Wahrscheinlichkeit monophyletisch. Beruhend auf Cantinos kladistischer Untersuchung sowie auf den Arbeiten von Wagstaff (1992) schlugen Cantino et al. (1992) eine Neugliederung der Lamiaceae sensu Junell in acht Unterfamilien vor: Nepetoideae (entspricht den Nepetoideae sensu Erdtman), Teucrioideae (Gruppe B in der kladistischen Analyse von Cantino, 1992, und ), Chloanthoideae (Gruppe C in der kladistischen Analyse von Cantino, 1992), Lamioideae, Scutellarioideae, Pogostemonoideae, Ajugoideae und Viticoideae. Die letzten beiden Unterfamilien stellen nach seinen Angaben vermutlich paraphyletische Gruppen dar, alle anderen sind monophyletisch. Die Nepetoideae untergliederten Cantino et al. in vier Tribus: Mentheae, Ocimeae, Elsholtzieae und Lavanduleae. Die im folgenden verwendeten Bezeichnungen der Taxa beziehen sich, sofern nicht anders vermerkt, auf Cantino et al. (1992).

Tab. 2.1.: Unterschiede zwischen Nepetoideae und Lamioideae, aus Cantino und Sanders (1986).

Nepetoideae sensu Erdtman Lamioideae sensu Erdtman Pollen 6-(8- bis 12-) colpat Pollen 3- (4-) colpat Pollen 3-kernig Pollen 2-kernig Samen ohne Endosperm Samen mit Endosperm Embryo ”investing” Embryo ”spatulate” Cotyledonen breiter als lang Cotyledonen länger als breit meist ätherische Öle selten ätherische Öle Rosmarinsäure keine Rosmarinsäure keine Iridoidglycoside meist Iridoidglycoside Samenöle hoch ungesättigt (>40% Samenöle moderat ungesättigt (<30% Linolensäure) Linolensäure) Myxocarpie häufig Myxocarpie selten häufig befallen mit Puccinia menthae selten befallen mit Puccinia menthae

6 ______

Unterfamilien sensu Cantino Ajugoideae I Anisomeles Pogostemonoideae Pogostemon Galeopsis Molucella Lamioideae Physostegia Prasium Glechoma Prunella Nepetoideae Melissa II Scutellaria Tinnea Scutellarioideae Holmskioldia Gmelina (A) Premna Teijsmanniodendron Viticoideae Vitex Petitia Callicarpa Faradaya Aegiphila Spartothamnella III divaricata Teucrioideae Caryopteris bicolor (B) Oxera Kalaharia Sekt. Caryopteris Pityrodia Tectona Chloanthoideae (C) IV

Abb. 2.1.: Vereinfachter strict consensus nach Cantino (1992). Die drei Hauptgruppen sind mit Buchstaben versehen. Die Gruppen B und C stellen nach Cantino et al. (1992) eigene Unterfamilien dar. Faradaya wird aufgrund der morphologischen Ähnlichkeit auch zu den Teucrioideae (Gruppe B) gerechnet. Die Gruppe A vereint 5 Unterfamilien, von denen die Viticoideae und Ajugoideae (wegen der Vereinfachung des Baumes hier nicht zu sehen) paraphyletische Gruppen darstellen. Fett gedruckt sind alle Gattungen, die Briquet zu den Lamiaceae zählte. Demnach sind die Lamiaceae sensu Briquet 4x unabhängig voneinander entstanden (I - IV) und folglich polyphyletisch.

Abb. 2.2. (folgende Seite): Gegenüberstellung der verschiedenen Gliederungsvorschläge. Die Bezeichnungen sind dem International Code of Botanical Nomenclature (ICBN) angepaßt (Sanders et al., 1984). 7

______

Briquet Junell Erdtman Wunderlich Cantino

STILBACEAE STILBACEAE VERBENACEAE CYCLOCHEILACEAE VERBENACEAE VERBENACEAE CYCLOCHEILACEAE I Stilboideae NESOGENACEAE NESOGENACEAE II Verbenoideae VERBENACEAE VERBENACEAE · Euverbeneae · Lantaneae · Priveae · Monochileae · Petreae · Citharexyleae III Chloanthoideae LAMIACEAE SYMPHOREMATACEAE · Acharitae Congea

Spartothamnella Pityrodia LAMIACEAE · Chloantheae I Chloanthoideae Chloanthes Chloanthes Pityrodia · Physopsideae Westringia IV Viticoideae Hemiandra · Callicarpeae Prostanthera Geunsia Tectona Callicarpa Aegiphila II Viticoideae · Tectonae Geunsia Petitia Callicarpa Tectona Petitia · Viticeae Premna Premna Vitex Vitex Gmelina Kalaharia Gmelina III Teucrioideae · Clerodendrae Spartothamnella Faradaya Aegiphila Oxera Kalaharia Clerodendrum Faradaya Holmskioldia Oxera Teucridium Clerodendrum V Caryopterioideae Teucridium Caryopteris Caryopteris Teucrium VI Symphoremoideae Congea Trichostema VII Avicenioideae

LAMIACEAE LAMIACEAE LAMIACEAE I Ajugoideae I Lamioideae I Prostantheroideae IV Pogostemonoideae · Ajugeae Ajuga Westringia Pogostemon Ajuga Teucrium Hemiandra Leucosceptrum Teucrium Tinnea Prostanthera Anisomeles (?) Tinnea Leucosceptrum Anisomeles Leucosceptrum Trichostema Pogostemon V Ajugoideae Trichostema Westringia II Ajugoideae Ajuga · Rosmarineae Hemiandra Ajuga Prostanthera Teucrium II Prostantheroideae VI Scutellarioideae Scutellaria Tinnea Westringia Sideritis Leucosceotrum Holmskioldia Hemiandra Melittis Trichostema Tinnea Prostanthera Physostegia III Scutellarioideae Scutellaria III Prasioideae Phlomis Scutellaria Prasium Lamium IV Lamioideae VII Lamioideae IV Scutellarioideae Leonurus Prasium · Prasieae Scutellaria Anisomeles Sideritis V Lavanduloideae Pogostemon Prasium Melittis Lavandula · Marrubieae Physostegia Sideritis VI Lamioideae Phlomis Lamium · Marrubiae · Lamieae Melittis Leonurus Sideritis Physostegia · Perilomiae Phlomis · Nepetae Lamium Nepeta Leonurus VIII Nepetoideae · Lamieae II Nepetoideae V Nepetoideae Melittis Lavandula · Nepeteae · Mentheae Physostegia Nepeta Nepeta Nepeta Phlomis Perowskia · Prunelleae Satureia Lamium Satureia Calamintha Leonurus Calamintha · Glechoneae Acinos Anisomeles Acinos · Mentheae Micromeria · Glechoneae Micromeria Satureia Perovskia · Hyptis Calamintha · Elsholtzieae Salvieae Plectranthus Acinos · Meriandreae Orthosiphon Micromeria · Lavanduleae Perowskia Ocimum · Rosmarineae Lavandula · Monardeae · Lavanduleae · Ocimeae · Hormineae Lavandula Hyptis · Lepechineae · Hormineae Plectranthus Orthosiphon · Mentheae · Monardeae Ocimum Satureia · Salvieae Calamintha Acinos · Meriandreae Perovskia Micromeria · Lepechineae · Pogostemoneae Pogostemon · Elsholtzieae VII Ocimoideae · Ocimeae Hyptis Hyptis Plectranthus Plectranthus Orthosiphon Ortosiphon Ocimum Ocimum VI Catopherioideae VIII Catopherioideae 8 ______

In der kladistischen Untersuchung von Wagstaff et al. (1995), basierend auf Restriktionsstellenanalysen der cpDNA, zeigt sich eine sehr gute Übereinstimmung mit Cantinos Untergliederung der Nepetoideae. Jede seiner Tribus zeigt sich im strict consensus tree als monophyletische Gruppe, nur die Zugehörigkeit von Melissa zu den Mentheae ist nicht belegt. Die übrigen Unterfamilien der Lamiaceae sind in Wagstaffs Analyse nur durch eine bis wenige Gattungen vertreten (Viticoideae fehlen ganz) und lassen sich daher durch diese Arbeit nicht absichern. Eine Aussage zur Stellung der Nepetoideae in Bezug zu den anderen Lamiaceae ist aber trotz des kleinen Artenspektrums sehr wohl möglich. Anders als bei Cantino (1992) sind die Nepetoideae nicht Schwestergruppe zu den Lamioideae sondern Schwestergruppe zu allen übrigen Lamiaceae.

Nicotiana outgroup Nyctanthes outgroup Prostanthera Prostantheroideae Verbena Verbenaceae Westringia Congea Symphoremataceae Teucrium Teucrioideae Tectona Chloanthoideae Ajuga Ajugoideae Prostanthera Scutellaria Scutellarioideae Petitia Viticoideae Prasium Vitex Sideritis Lamioideae Caryopteris Teucrioideae Lamium Trichostema Pogostemon Pogostemonoideae Ajuga Ajugoideae Nepeta Nepetoideae Clerodendrum Glechoma Teucridium Prunella Teucrium Mentha Rotheca Calamintha Gmelina Viticoideae Acinos Premna Micromeria Mentheae Tinnea Thymus Scutellaria Scutellarioideae Perovskia Holmskioldia Rosmarinus Prasium Salvia Physostegia Lamioideae Melissa Lamium Elsholtzia Elshotzieae Pogostemon Pogostemonoideae Collinsonia Callicarpa Viticoideae Ocimum Glechoma Hyptis Ocimeae Mentha Catoferia Salvia Nepetoideae Plectranthus Elsholtzia Lavandula Lavanduleae Plectranthus

Abb. 2.3.:Vereinfachter strict consensus tree nach Abb. 2.4.: Vereinfachter single most parsimonious tree Wagstaff et al. (1995). nach Wagstaff et al. (1998).

Eine frühzeitige Abtrennung der Nepetoideae von den übrigen Lamiaceae bestätigt auch die Arbeit von Wagstaff et al. (1998), die auf rbcL- und ndhF-Sequenzen beruht. Dieser Untersuchung liegt ein umfassenderes Artenspektrum zugrunde. Sie erlaubt daher auch Aussagen zu Cantinos Vorschlägen zur Gliederung der Lamiaceae in Unterfamilien. Die Viticoideae zeigen sich hier, wie schon von Cantino vermutet, nicht als monophyletische Gruppe, sondern sind polyphyletisch. Bemerkenswert ist die Stellung von Gmelina und Premna zwischen Teucrioideae und Scutellarioideae, während alle anderen ”Viticoideae” in der Nähe der Nepetoideae erscheinen. Die Ajugoideae, hier nur durch Ajuga vertreten, stellen 9 ______keine eigene, abgetrennte Gruppe dar, sondern stehen inmitten der Teucrioideae. Wagstaff et al. (1998) schlagen daher vor, die Vertreter von Ajugoideae und Teucrioideae zu einer Unterfamilie zusammenzuführen. Da Ajuga nach dem ICBN Priorität hat, muß sich die Bezeichnung der Unterfamilie nach Ajuga richten. Die Unterfamilie heißt also Ajugoideae (Cantino et al., 1997). Die neu gefaßten Ajugoideae stellen nunmehr, wie auch die Scutellarioideae, Pogostemonoideae, Lamioideae und Nepetoideae, ein monophyletisches Taxon dar. Tectona bildet bei Wagstaff et al. (1998) eine eigenständige Gruppe und erscheint nicht zusammen mit Prostanthera. Nach dieser Analyse ist es nicht gerechtfertigt, die beiden Arten in eine Unterfamilie zu stellen. Allerdings fehlen weitere Vertreter der Chloanthoideae, um konkrete Schlußfolgerungen zu ziehen. Besonderes Augenmerk auf die Chloanthoideae legte die kladistische Analyse von Olmstead et al. (1998). In ihr wurden die ndhF-Sequenzen verschiedener Chloanthoideae, inklusive Tectona, sowie einiger weiterer Lamiaceae untersucht. Die Zusammengehörigkeit von Prostanthereae und Chloantheae konnte bestätigt werden, nicht aber, daß auch Tectona dieser Gruppe angehört. Tectona nahm hier, wie auch in bei Wagstaff et al. (1998), zusammen mit weiteren ”Viticoideae” und den Nepetoideae eine basale Stellung innerhalb der Lamiaceae ein. Nur Gmelina und Premna („Viticoideae“) stehen als eigene Gruppe inmitten der restlichen Lamiaceae. Die Unterfamilie Chloanthoideae stellt also nur unter Ausschluß von Tectona ein monophyletische Gruppe dar. Die ”Viticoideae” bedürfen einer Neugliederung, da es sich bei ihnen um ein polyphyletisches Taxon handelt. Innerhalb der ”Viticoideae” zeichnen sich Gruppen ab: (1) Premna und Gmelina, (2) Vitex und Petitia, wobei die Gruppe 1 in enger Nachbarschaft zu Scutellarioideae stehen dürfte. 10 ______

Catalpa outgroup Myoporum Myoporaceae Verbena Verbenaceae Antirrhinum Veronicaceae Congea Symphoremataceae Chloanthes Pityrodia Cyanostegia Dicrastylis Chloanthoideae Prostanthera Hemiandra Hemigenia Westringia Callicarpa Viticoideae Caryopteris Clerodendrum Ajugoideae Teucrium Spartothamnella Scutellaria Scutellarioideae Lamium Lamioideae Pogostemon Pogostemonoideae Premna Viticoideae Gmelina Tectona Chloanthoideae Petitia Viticoideae Vitex Elsholtzia Nepetoideae Salvia

Abb. 2.5.: Vereinfachter strict consensus tree nach Olmstead et al. (1998).

Sowohl Wagstaff et al. (1998) als auch Olmstead et al. (1998) bezogen in ihre kladistischen Analysen Congea ein. Congea wurde von Briquet (1895) zusammen mit Symphorema und Sphenodesme als Symphorematoideae zu den Verbenaceae sensu Briquet gestellt. Junell (1934) schlug aufgrund der laminalen Plazentation der Samenanlagen eine Eingliederung in die Lamiaceae vor. Thorne (1989) schloß sie als eigenständige Familie, den Symphoremataceae, aus den Verbenaceae sensu Briquet aus. In die kladistische Analyse von Cantino (1992) fanden die Symhorematoideae keinen Eingang. In der Neugliederung der Lamiaceae von Cantino et al. (1992) wurden die Symphorematoideae daher nicht berücksichtigt. Bei Wagstaff et al. (1998) und Olmstead et al. (1998) waren die Symphorematoideae mit Congea erstmals in einer kladistischen Analyse vertreten. In beiden Analysen nahm Congea eine basale Position innerhalb der Lamiaceae ein. Aufgrund dieser Stellung zählten Wagstaff et al. (1998) Congea zusammen mit Symphorema und Sphenodesme als Unterfamilie Symphorematoideae zu den Lamiaceae. 11 ______

Aus den Ergebnissen der Untersuchungen mit molekularen Merkmalen ergibt sich gegenüber Cantino et al. (1992) folgende veränderte Einteilung der Lamiaceae: Scutellarioideae (=Scutellarioideae sensu Cantino et al., 1992) Lamioideae (=Lamioideae sensu Cantino et al., 1992) Nepetoideae (=Nepetoideae sensu Cantino et al., 1992) Chloanthoideae (=Chloanthoideae sensu Cantino et al., 1992, ohne Tectona) Pogostemonoideae (=Pogostemonoideae sensu Cantino et al., 1992, Zugehörigkeit von Anisomeles fraglich) Ajugoideae (=Teucrioideae sensu Cantino et al., 1992, und Ajugoideae sensu Cantino et al., 1992) ”Viticoideae” (=Viticoideae sensu Cantino et al., 1992, und Tectona; bestenfalls paraphyletische Gruppe) Gruppen innerhalb dieser Unterfamilie: Viticoideae 1 (Premna, Gmelina) Viticoideae 2 (Vitex, Petitia, sicher auch Teijsmanniodendron) Viticoideae 3 (übrige Viticoideae, keine monophyletische Gruppe) Symphorematoideae (Symphoremataceae nach Thorne, 1989).

12 ______2.2. Beschreibung der Unterfamilien

In die Beschreibung der Unterfamilien gingen die Arbeiten von Cantino (1992), Briquet (1895 und 1895-1897), Wagstaff et al. (1998), Kästner (1978), Vollesen (1975), Classen (1985) sowie eigene Beobachtungen ein.

2.2.1. Chloanthoideae

Zu den Chloanthoideae zählen etwa 16 Gattungen, die alle ausschließlich in Australien beheimatet sind. Bei allen Vertretern handelt es sich um Sträucher oder Halbsträucher mit gegenständigen, häufig quirlständigen oder selten wechselständigen Blättern. Die Blüten stehen meist in armblütigen, häufig auf eine Einzelblüte reduzierten Cymen in den Achseln der Blätter und bilden oft endständige Infloreszenzen. Die Blüten sind meist fünfzählig und zygomorph, können aber auch vier- bis sechs- oder achtzählig und dann radiär sein. Die Zahl der Staubblätter variiert von meist 4 zu 2 oder 5 bis 8. In einigen Gattungen tragen die Theken anhängselartige Fortsätze. In diesen Fällen sind die Staubblätter zur Zeit der Pollenreife zueinander gerichtet und berühren sich mit den Vorderflächen der Antheren. Durch Anstoßen der Bestäuber an die Anhängsel wird der Pollen aus den Pollensäcken ausgestreut (siehe Abb. 2.6.). Allen Vertretern der Chloanthoideae ist der aus zwei Fruchtblättern hervorgegangene vierfächerige Fruchtknoten und die zweispaltige Narbe gemeinsam. Der Griffel steht bei einem Teil der Chloanthoideae terminal und ist bei dem anderen Teil auf 1/3 bis 1/2 in den Fruchtknoten eingesenkt. Aus dem Fruchtknoten entwickelt sich eine trockene Frucht, die bald in zwei zweisamige, bald in vier einsamige Merikarpien zerfällt, oder aber durch Entwicklung nur eines Faches von vornherein einsamig ist. Die Samen enthalten Nährgewebe. Die Chloanthoideae werden in zwei Tribus eingeteilt: Chloantheae und Prostanthereae. Die Chloantheae haben einen Fruchtknoten mit terminalem Griffel. Weiterhin sind sie durch verzweigte, mehrzellige Haare charakterisiert, welche die Pflanzen meist als dichten Filz bedecken. Innerhalb der Chloantheae können zwei Gruppen unterschieden werden: eine mit fünfzähligen, zygomorphen Blüten und eine mit radiären Blüten und variabler Gliederzahl (4- 8). Zu den Gattungen mit zygomorphen Blüten zählen Hemiphora, Cyanostegia, Pityrodia und Chloanthes, radiäre Blüten haben Dicrastylis und Newcastelia (beide fünfzählig), Mallophora und Physopsis (beide vierzählig) sowie Lachnostachys (fünf- bis achtzählig). Die Prostanthereae zeichnen sich durch einen schwach lobierten Fruchtknoten mit eingesenktem Griffel aus. Die einzeln blattachselständig stehenden Blüten sind meist stark 13 ______zygomorph. Innerhalb des Androeceums sind oftmals die beiden vorderen Staubblätter zu Staminodien reduziert und die beiden hinteren durch Abort nur monothecisch. Die Prostanthereae bilden trockene, netzrunzelige Früchte aus, die in vier einsamige Teilfrüchte zerfallen.

Abb. 2.6.: Prostanthera nivea. Blüte (links) im weiblichen Zustand, Blüte (rechts) im männlichen Zustand. Bei der letzteren sind die Staubblätter paarweise zusammengeneigt und berühren sich mit den Vorderflächen ihrer Antheren. Die Theken tragen Anhängsel. Blütenbesucher berühren bei der Suche nach Nektar diese Fortsätze und bringen die Antheren in Bewegung. Dabei wird Pollen auf die Insekten ausgestreut. Bei der Blüte im weiblichen Zustand sind die Antheren seitlich ausgebreitet. An der Stelle, wo sich vormals die Antheren berührten, steht nun die bestäubungsfähige Narbe. Blütenbesucher streifen hier mitgebrachten Pollen ab.

Abb. 2.7.: Prostanthera nivea. Die Blüte oben rechts ist im männlichen Zustand.

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2.2.2. Nepetoideae

Die Unterfamilie Nepetoideae ist die artenmäßig größte Unterfamilie der Lamiaceae. Sie umfaßt mehr als 130 Gattungen, die über die ganze Welt verbreitet sind. Die Nepetoideae sind durch eine Reihe von Merkmalen charakterisiert, die sie gut von den übrigen Lamiaceae abgrenzen. Sie haben hexacolpate, dreikernige Pollen, Samen ohne Nährgewebe und einen besonderen Embryotypus (investing embryo). Ihnen fehlen Iridoide, dafür führen sie Rosmarinsäure und ätherisches Öl. Die Klausenfrüchte haben eine Schleimepidermis. Unter Anwesenheit von Wasser quillt der Schleim und umgibt die Früchte mit einer Schleimhülle (=Myxocarpie).

Abb.2.8.: Glechoma hederacea, Mentheae: Die Blüten tragen zwei Haarleisten auf der Unterlippe.

Abb. 2.9.: Ocimum basilicum, Ocimeae. 15 ______

Nepetoideae sind meist Kräuter, nicht selten aber auch Sträucher oder Halbsträucher. Die Blätter sind gegenständig. Die zygomorphen Blüten stehen meist in Cymen in den Achseln der Brakteen. Es kommen nur selten Einzelblüten vor. Kelch und Krone sind sehr vielgestaltig, die jeweils fünf Glieder sind aber stets im unteren Teil untereinander verwachsen. Es werden meist 4 Staubblätter ausgebildet, die der Kronröhre eingefügt sind. Die Staubblätter stehen zwischen der Kronzipfeln, das hinterste fehlt. Bei einigen Gattungen sind nur die beiden vorderen Staubblätter und an denen häufig nur eine Theke ausgebildet, die beiden hinteren Staubblätter sind dann aber meist als Staminodien erhalten. Sehr selten sind nur die beiden hinteren Staubblätter fertil. Der Fruchtknoten ist aus zwei Karpellen aufgebaut. Er ist tief vierteilig mit gynobasischem Griffel. Die Narbe ist zweigeteilt. Aus dem Fruchtknoten entwickelt sich eine vierteilige, trockene Frucht. Sie zerfällt bei der Reife in vier einsamige Merikarpien, die sehr kleine Ansatzstellen aufweisen. Die Nepetoideae können in vier Tribus eingeteilt werden: Lavanduleae, Ocimeae, Elsholtzieae und Mentheae. Die Ocimeae sind charakterisiert durch die 4:1-Symmetrie ihrer Blütenkrone und die der Unterlippe genäherten Staubblätter. Auch bei den Lavanduleae sind die Staubblätter abaxial, jedoch ist die Blütenkrone mit einer zweizähligen Oberlippe und einer dreizähligen Unterlippe ausgestattet. Als besonderes Merkmal weisen die Lavanduleae vier den Fruchtknotenlappen gegenüberstehende Diskuslappen auf. In den Elsholtzieae sind die Staubblätter ausgebreitet. Bei den Mentheae überwiegt in den Blütenkronen die 2:3- Symmetrie. Die Staubblätter sind der Oberlippe genähert. Viele Vertreter der Mentheae haben am Eingang zur Blütenröhre zwei Haarleisten im Bereich der Unterlippe.

Abb. 2.10.: Micromeria thymifolia, Mentheae. (a) Cyme, (b) einzelne Blüte.

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Abb. 2.11.: Nepeta nuda, Mentheae.

Abb. 2.12. (oben rechts): Lavandula angustifolia, Lavandulae.

Abb. 2.13. (unten rechts): Ocimum basilicum, Ocimeae.

2.2.3. Ajugoideae

Zu den Ajugoideae zählen etwa 40 Gattungen, die in allen Erdteilen verbreitet sind. Die Vertreter der Ajugoideae sind Kräuter, Sträucher oder Bäume, manche Arten wachsen als Lianen. Es kommt nur gegenständige Blattstellung vor. Die Blüten stehen meist in blattachselständigen Cymen, die häufig endständige Infloreszenzen bilden. In einigen Arten der Gattungen Teucrium und Ajuga sind die Cymen auf eine Einzelblüte reduziert. Bei Teucrium werden dann manchmal aus Beiknospen weitere Blüten gebildet. Die Blüten sind meist fünfzählig. Kelch- und Kronblätter sind untereinander verwachsen. Sehr häufig ist zwischen den oberen zwei Kronblättern ein tiefer Schlitz in der Kronröhre ausgebildet. Oftmals sind dann die fünf Kronzipfel abwärts gerichtet und bilden eine fünfzipfelige Unterlippe. Die Oberlippe wird so nur von den frei herausragenden, oft gebogenen Staubblättern gebildet. Bei Ajuga ist die Blütenkrone zweilippig nach 2:3. Die Oberlippenzipfel sind aber nur sehr kurz, daher wird auch hier die funktionelle Oberlippe nur von den frei herausragenden Staubblättern gebildet. Bei einigen Gattungen sind die Blüten 17 ______vierzählig. Die Blütenkronen sind dann meist radiär (Faradaya, Petraeovitex) oder seltener zygomorph (Oxera). Es werden meist vier Staubblätter ausgebildet, selten sind die beiden hinteren zu Staminodien reduziert und nur die vorderen zwei fertil. Die Staubblätter sind in die Kronröhre eingefügt und ragen meist frei aus der Röhre heraus. Der Fruchtknoten wird von zwei Fruchtblättern gebildet. Der Griffel ist entweder terminal oder etwas eingesenkt. Gynobasische Griffel kommen nicht vor. Die Narbe ist zweispaltig. Als Frucht wird meist eine trockene oder fleischige Spaltfrucht ausgebildet, die bei der Reife in einsamige Teilfrüchte zerfällt. Die Ansatzstelle umfaßt dabei die ganze Länge der Teilfrucht (z.B. Clerodendrum inerme) oder nur einen kleinen unteren Bereich (bei Faradaya und Oxera), meist aber einen Bereich dazwischen. Die trockenen Früchte haben eine netzig- runzelige Oberfläche. Neben den Spaltfrüchten kommen auch nicht zerfallende Steinfrüchte vor (z.B. Spartothamnella). Charakteristische Merkmale, die die Ajugoideae von den anderen Unterfamilien der Lamiaceae abgrenzen, sind Pollenmerkmale. Innerhalb der Ajugoideae sind Pollen mit spinuloser oder verrucater Oberfläche typisch. Die meisten Vertreter haben Pollen mit verzweigten Columnellae. Dieses Merkmal kennzeichnet keine Art der übrigen Unterfamilien und ist als Synapomorphie der Ajugoideae zu werten.

Abb. 2.14.: . 18 ______

Abb. 2.15.: Rotheca incisa.

Abb. 2.16.: Spartothamnella teucriiflora, Blüten. Abb. 2.17.: Spartothamnella teucriiflora, Frucht.

Abb. 2.18.: Rotheca myricoides var. ugandene. Abb. 2.19.: Clerodendrum thomsonae, Frucht. 19 ______

Abb. 2.20: Clerodendrum thomsonae, aus Rueda (1993).

20 ______

2.2.4. Lamioideae

Die Unterfamilie Lamioideae umfaßt über 50 Gattungen, die auf der ganzen Welt, schwerpunktsmäßig aber in Eurasien verbreitet sind. Die Lamioideae sind Sträucher, Halbsträucher oder Kräuter mit gegenständigen Blättern. Die Blüten stehen meist zahlreich in kurzstieligen Cymen und bilden Scheinquirle in den einander gegenüberliegenden Brakteen. Selten werden Einzelblüten ausgebildet. Die Cymen oder Einzelblüten bilden meist endständige Infloreszenzen aus. Der Kelch wird aus 5 miteinander verwachsenen Kelchblättern gebildet. Bei einigen Arten stehen zwischen den Kelchzipfeln kleinere Nebenzipfel. Der Kelch ist entweder radiär oder zygomorph nach 3:2. Die Krone aus fünf miteinander verwachsenen Petalen ist deutlich zweilippig. Die häufig ausgeprägte Oberlippe wird aus zwei Petalen gebildet, die meist vollkommen miteinander verwachsen sind. Oft ist die Oberlippe helmartig gewölbt. Die Unterlippe ist aus drei Petalen aufgebaut. Die vier Staubblätter sind mit der Kronröhre verwachsen. Die beiden hinteren sind dabei höher inseriert. Die Staubblätter sind unterschiedlich lang: Die beiden vorderen sind länger. Alle vier Staubblätter sind adaxial genähert und laufen oft in die Oberlippe hinein. Unterhalb der Insertionsstelle der Stamina befindet sich bei vielen Lamioideae ein schmaler Haarring in der Kronröhre. Der zweikarpellige Fruchtknoten ist stark lobiert. Der Griffel ist gynobasisch und trägt eine zweispaltige Narbe. Als Früchte werden Klausenfrüchte ausgebildet, die bei der Reife zerfallen. Die Teilfrüchte haben eine sehr kleine Ansatzstelle. Bei vielen Vertretern der Lamioideae sind die Teilfrüchte oben dreieckig abgeschnitten. Synapomorphien, die die Lamioideae charakterisieren, sind ein besonders geformter Embryosack, bei dem der mikropyläre Teil viel größer und breiter als der chalazale Teil ist, sowie das Vorkommen von Allensäuren (wahrscheinlich Laballensäure) im Samenöl.

Abb. 2.22.: Leonurus cardiaca.

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Abb. 2.23.: Phlomis lychnitis.

Abb. 2.24.: Prasium majus.

2.2.5. Pogostemonoideae

Zu den Pogostemonoideae zählen sechs Gattungen, zusammen mit Anisomeles sieben. Ihr Verbreitungsschwerpunkt liegt in Asien. Die Kräuter oder Sträucher haben gegenständige Blätter und endständige, aus Cymen aufgebaute Infloreszenzen. Charakteristisch für die Pogostemonoideae, Anisomeles ausgeschlossen, sind die vier nahezu gleich langen, aus der Kronröhre herausragenden Staubblätter, deren zwei Theken miteinander verschmolzen sind und sich nach oben öffnen (synthecische Antheren). Die Staubblätter sind der Kronröhre eingefügt, die von fünf Petalen gebildet wird. Die Krone ist zygomorph nach 2:3 oder 4:1, ausgeprägte Ober- und Unterlippen werden jedoch nicht 22 ______ausgebildet. Der Kelch ist fünfzipfelig und radiär. Aus dem zweikarpelligen, stark lobierten Fruchtknoten entstehen trockene Spaltfrüchte. Die Teilfrüchte haben kleine Ansatzstellen. In der kladistischen Analyse von Cantino (1992) erscheint Anisomeles als Schwestertaxon zu Pogostemon innerhalb der Pogostemonoideae. Diese Stellung beruht auf Staubblattmerkmalen. Anisomeles hat wie die anderen Pogostemonoideae vier etwa gleich lange Staubblätter, deren Filamente wie bei Pogostemon in bzw. oberhalb der Mitte bärtig behaart sind. Cantino et al. (1992) schließen Anisomeles daher den Pogostemonoideae an. Allerdings räumen die Autoren ein, daß diese Stellung der Überprüfung bedarf. Anisomeles unterscheidet sich nämlich in einigen weiteren Staubblattmerkmalen von den übrigen Pogostemonoideae. Die Staubblätter von Anisomeles sind adaxial genähert und nicht ausgebreitet wie bei den übrigen Pogostemonoideae. Außerdem sind die beiden Theken der zwei vorderen Staubblätter nicht miteinander verschmolzen und öffnen sich nicht nach oben. Die beiden Theken stehen parallel und öffnen sich nach vorn. Die beiden hinteren Staubblätter von Anisomeles sind durch Reduktion monothecisch.

Abb. 2.25.: Pogostemon plectranthoides.

Abb. 2.26. (oben): Pogostemon patchouli. Abb. 2.27. (links): Anisomeles indica. 23 ______

2.2.6. Scutellarioideae

Die Unterfamilie der Scutellarioideae umfaßt nur 4 Gattungen: Holmskioldia, Tinnea, Renschia und Scutellaria. Scutellaria ist unter ihnen mit etwa 200 Arten die artenreichste Gattung und auf der ganzen Welt verbreitet. Holmskioldia kommt in Asien, Tinnea und Renschia kommen in Afrika vor. Die Scutellarioideae sind Kräuter oder Sträucher mit gegenständigen Blättern. Sie haben zygomorphe Blüten, die einzeln oder in armblütigen Cymen in den Achseln der Tragblätter stehen. Der Kelch der Scutellarioideae ist trunkat, d. h. er hat einen ganzrandigen Saum. Er ist aus fünf miteinander verwachsenen Kelchblättern hervorgegangen. Bei Holmskioldia ist der Kelch weit ausgebreitet und übernimmt Schaufunktion. Bei Scutellaria, Tinnea und Renschia ist er zweiteilig und bildet je eine ganzrandige Ober- und Unterlippe. In der Gattung Scutellaria befindet sich auf der Kelchoberlippe ein Schildchen (=Scutellum), das durch Ausstülpung des Kelches entstanden ist. Die Kronen der Scutellarioideae sind fünfzählig. Die Petalen sind miteinander verwachsen, wobei die beiden oberen am weitesten miteinander verwachsen sind. Der untere Kronzipfel ist deutlich vergrößert. Bei Scutellaria bildet er eine einzipfelige Unterlippe. Die zwei seitlichen Kronzipfel bilden in dieser Gattung zusammen mit den beiden oberen Kronzipfeln eine helmförmige Oberlippe. Bei Tinnea, Renschia und Holmskioldia sind die Kronen zweilippig nach 2:3. Die Kronzipfel sind bei Holmskioldia alle ausgebreitet, bei Scutellaria, Tinnea und Renschia teilweise aufrecht (obere zwei Zipfel) und teilweise ausgebreitet (unterer Zipfel: Scutellaria, teilweise Tinnea; seitliche Zipfel: Tinnea, teilweise Scutellaria). In die Kronröhre sind vier ungleich lange Staubblätter eingefügt. Sie liegen der Oberlippe an. Die vorderen Staubblätter sind bei Scutellaria durch Reduktion einer Theke monothecisch. Sonst kommen in den Scutellarioideae nur dithecische Antheren vor. Das Gynoeceum wird aus zwei Fruchtblättern aufgebaut und ist schwach (Holmskioldia) bis stark (Scutellaria) lobiert. Bei Tinnea und Renschia ist der Griffel bis etwa zur Hälfte des Fruchtknotens eingesenkt. Die vier Fruchtknotenfächer stehen bei Scutellaria auf einem säulenförmigen, an der Basis einseitig verdickten Gynophor. Der Griffel spaltet sich bei den Scutellarioideae in zwei Narbenäste auf. Bei Scutellaria, Renschia und Tinnea ist der hintere Narbenast deutlich kürzer. Aus dem Fruchtknoten entwickelt sich eine trockene Bruchfrucht. Die Früchte haben bei allen Scutellarioideae eine papillöse Oberfläche. Bei Tinnea sind die Papillen besonders ausgeprägt und haarförmig ausgezogen. Sie bilden auf den Merikarpien einen flügelartigen Ring. Die 24 ______

Merikarpien haben eine große (Holmskioldia), mittlere (Tinnea und Renschia) oder kleine (Scutellaria) Ansatzstelle. Der Fruchtkelch ist bei Holmskioldia weitglockig, bei den anderen Sutellarioideae dagegen geschlossen. Bei Scutellaria und den meisten Tinnea-Arten spaltet sich der Kelch bei der Fruchtreife und zerfällt unter Ausstreuung der Merikarpien, bei den anderen Tinnea-Arten (z.B. T. vesiculosa) und Renschia umschließt der ballonartig vergrößerte Kelch die reife Frucht weiterhin und übernimmt Verbreitungsfunktion durch den Wind.

25 ______

Abb. 2.30. und 2.31.: Tinnea aethiopica, Blüten und Merikarpium.

Abb. 2.32. und 2.33.: Tinnea vesiculosa, Blütenstand und Fruchtstand.

26 ______

2.2.7. Viticoideae

Der Unterfamilie Viticoideae liegt die klassische Einteilung nach Briquet (1895) zugrunde. Viele der dort einbezogenen Gattungen wurden jedoch, durch kladistische Analysen gestützt, inzwischen in andere Unterfamilien gestellt. In den Viticoideae sind die Gattungen Tectona, Adelosa, Callicarpa, Cornutia, Gmelina, Hymenopyramis, Neorapinia, Paravitex, Petitia, Premna, Pseudocarpium, Teijsmanniodendron, Tsoongia, Vitex und Viticipremna verblieben. Sie sind vorrangig in den Tropen beheimatet. Sie wachsen als Sträucher oder Bäume und haben cymöse Blütenstände. Der Fruchtknoten ist nicht lobiert und der Griffel terminal. Als Frucht wird eine Steinfrucht gebildet, die mehrere einsamige oder einen mehrsamigen Steinkern enthält. Die Viticoideae werden in den neueren kladistischen Analysen nicht durch Synapomorphien gestützt. Sie stellen bei Cantino (1992) ein paraphyletisches Taxon, bei Wagstaff et al. (1998) und Olmstead et al. (1998) ein polyphyletisches Taxon dar. Jedoch bilden bei Wagstaff et al. (1998) und Olmstead et al. (1998) Gmelina und Premna sowie Vitex und Petitia gut abgesicherte Gruppen innerhalb der Viticoideae. Callicarpa und Tectona bilden jeweils eigene Äste im Kladogramm.

Viticoideae 1: Premna und Gmelina Die beiden Gattungen sind in den Subtropen und Tropen Asiens, Afrikas und Australiens verbreitet. Die Sträucher oder Bäume haben gegenständige Blätter. Die Blüten stehen bei Premna in reichblütigen Cymen, bei Gmelina einzeln oder in armblütigen Cymen zu endständigen Blütenständen vereint. Der Kelch wird von fünf miteinander verwachsenen Sepalen gebildet. Er ist meist zygomorph nach 3:2. Die Lippen sind dabei schwach lobiert bis ganzrandig oder seltener deutlich gespalten (z.B. Gmelina arborea). Die Kelche von Gmelina tragen häufig extraflorale Drüsen.

Abb. 2.34.: Gmelina asiatica, Blüte. 27 ______

Die fünf Kronblätter bilden bei Premna eine gerade Röhre mit meist vierspaltigem Saum. Die beiden oberen Kronblätter sind dann gänzlich miteinander verwachsen und bilden eine ganzrandige Oberlippe. Die Oberlippe ist meist aufrecht, während die drei unteren Kronzipfel ausgebreitet sind. Bei Gmelina kommen vierzipfelige und fünfzipfelige Kronen vor. Die vierzipfeligen Kronen (z. B. G. asiatica, G. phillipensis) sind durch vollständige Verwachsung der beiden oberen Kronblätter entstanden. Die Kronröhre ist bei Gmelina nach oben stark erweitert. Wie bei Premna ist hier die Krone zygomorph nach 2:3. Der mittlere Kronzipfel der Unterlippe ist bei Premna und Gmelina vergrößert. Die vier Staubblätter sind der Kronröhre eingefügt und der Oberlippe genähert. Die zwei vorderen Staubblätter sind meist länger. Der zweikarpellige Fruchtknoten trägt einen terminalen Griffel mit zweispaltiger Narbe. Bei Gmelina ist der hintere Narbenschenkel stark verkürzt. Der Fruchtknoten entwickelt sich zu einer Steinfrucht mit einem viersamigen Steinkern. Bei Gmelina können weniger Samen entwickelt sein und der Steinkern ist nur ein- bis dreisamig.

28 ______

Viticoideae 2: Vitex und Petitia Die in den Tropen und Subtropen beheimateten Bäume oder Sträucher haben gegenständige Blätter. Während Petitia ganzrandige Blätter hat, sind die Blätter bei Vitex gefingert mit drei bis sieben ganzrandigen Teilblättchen. Die Blüten stehen in reichblütigen Cymen entweder axillär (Petitia, Vitex-Axillares) oder zu endständigen Blütenständen vereint (Vitex- Terminales). Die Blüten sind bei Petitia vierzählig und radiär. Vitex hat fünfzählige Blüten, bei denen der unterste Kronzipfel vergrößert ist. Häufig sind die beiden oberen Zipfel gegenüber den seitlichen etwas verkleinert. Die Kronzipfel sind bei beiden Gattungen ausgebreitet. Sowohl Petitia als auch Vitex haben vier Staubblätter, die der Kronröhre eingefügt sind. Die Antheren stehen bei Petitia im Blüteneingang am Ende der Kronröhre. Sie öffnen sich nach innen. Vitex hat meist zwei Paare ungleich langer Staubblätter, die in der Regel adaxial genähert sind. Sie ragen deutlich aus der Kronröhre heraus. Der Fruchtknoten ist aus zwei Karpellen aufgebaut. Der Griffel ist terminal und trägt eine zweispaltige Narbe. Die Narbenäste sind gleich lang. Aus dem Fruchtknoten entwickelt sich eine Steinfrucht mit einem viersamigen Steinkern.

Viticoideae 3: Isolierte Gattungen Callicarpa und Geunsia Die in Asien beheimateten Sträucher oder Bäume mit gegenständigen Blättern haben kleine, radiäre Blüten, die in dichten, cymösen Blütenständen stehen. Bei Geunsia sind die Blüten fünf- bis sechszählig, bei Callicarpa vierzählig. Der Kelch ist nur schwach gezähnt oder hat kleine, abgerundete Zipfel. Die Blütenkrone hat eine kurze Röhre und einen ausgebreiteten Saum. Die Staubblätter sind der Röhre eingefügt. Ihre Anzahl entspricht der Zahl der Kelch- bzw. Kronblätter. Die Staubblätter ragen aus der Kronröhre heraus. Die Antheren öffnen sich nach innen, sie sind also intrors. Der Fruchtknoten ist bei Geunsia aus fünf, seltener aus vier Karpellen aufgebaut. Bei Callicarpa besteht er aus zwei Karpellen. Er trägt bei beiden Gattungen einen terminalen Griffel, der sich nach oben in eine schwach gelappte, kopfig verdickte Narbe erweitert. Die Narbe ist bei Geunsia fünf- oder vierlappig und bei Callicarpa zweilappig. Aus dem Fruchtknoten entwickelt sich eine Steinfrucht. Sie enthält bei Callicarpa vier einsamige Steinkerne und bei Geunsia zehn (bzw. acht). Cantino et al. (1992) rechnen Geunsia zur Gattung Callicarpa.

29 ______

Tectona Zu dieser Gattung zählen in Asien beheimatete Bäume mit gegenständigen Blättern. Die radiären, fünf- bis sechsspaltigen Blüten stehen in reichblütigen Cymen, die zu endständigen Blütenständen vereint sind. Die Blütenkrone ist kurzröhrig mit ausgebreitetem Saum. Die fünf bis sechs Staubblätter sind der Kronröhre eingefügt. Sie ragen aus der Röhre heraus und stehen intrors. Der zweikarpellige Fruchtknoten mit terminalem Griffel entwickelt sich zu einer schwach fleischigen Schließfrucht mit einem viersamigen Steinkern. Sie wird von dem vergrößerten Kelch umschlossen, der einer Verbreitung durch den Wind dient.

2.2.8. Symphorematoideae

Hierzu zählen die asiatischen Gattungen Symphorema, Sphenodesme und Congea. Sie wachsen als Sträucher und haben gegenständige Blätter. Sie haben charakteristische Blütenstände, bei denen die Blüten zu dritt bis neunt in köpfchenförmigen, von einer 3- oder 6-zähligen Hülle umgebenen Cymen zusammenstehen. Die Hüllblätter leiten sich von Vorblättern ab. Die Kelche der Symphorematoideae sind radiär. Während Sphenodesme und Congea fünfzipfelige Kelche haben, sind die von Symphorema 4- bis 8-spaltig. Die Blütenkronen sind bei Symphorema und Sphenodesme 6- bis 16- bzw. 5-spaltig und radiär. Congea hat zygomorphe Kronen mit zweispaltiger, längerer Oberlippe und dreispaltiger kürzerer Unterlippe. Congea hat vier exserte Staubblätter, die beiden anderen Gattungen so viele Staubblätter wie Kronblätter. Der unlobierte Fruchtknoten wird bei allen drei Gattungen aus zwei Karpellen aufgebaut. Er entwickelt sich zu einer Steinfrucht mit dünnem Mesokarp. Die Steinfrucht enthält einen Steinkern mit ein bis vier Samen.

Abb. 2.36.: Sphenodesme pentandra, aus Henderson (1974). 30 ______2.3. Iridoide

2.3.1. Strukturen und Eigenschaften von Iridoiden

Iridoide sind Monoterpene mit einem Cyclopentapyrangrundgerüst. Die einfachsten Iridoide sind Iridodial und sein Epimer 8-epi-Iridodial. Von ihnen leiten sich alle übrigen Iridoide ab. Iridodial und 8-epi-Iridodial liegen in wäßriger Lösung in zwei tautomeren Formen vor: offenkettig oder als Enolhalbacetal. Das Gleichgewicht liegt dabei deutlich auf Seiten der offenkettigen Form. Die Enolhalbacetalform wird vielfach durch Glykosidierung oder Veresterung stabilisiert. Dabei entstehen Iridoidglykoside oder Iridoidester, die gegenüber den freien Iridoiden eine veränderte Lipophilie aufweisen. Das bedingt einen unterschiedlichen Speicherort innerhalb der Pflanze. Die hydrophilen Iridoidglykoside werden im Zellsaft abgelagert. Ungebundene Iridoide befinden sich im ätherischen Öl.

COOH H

O OH H H C HO OH 3 O O OH Desoxyloganinsäure CH3 CH3 H H

O O H H R1 R1 R2 O R2 OH O CH3 offene Form Enolhalbacetal O R1 = CH3, R2 = H: Iridodial R = H, R = CH : 8-epi-Iridodial H3C O 1 2 3 O

CH3 O H O O CH3

O CH3 Valtrat Abb. 2.37.: Tautomere Formen von Iridodial und 8-epi-Iridodial. Stabilisierung der Enolhalbacetalform durch Glykosidierung bzw Veresterung.

Der Name ”Iridoide” leitet sich von der australischen Ameisenart Iridomyrmex detectus ab, aus deren Abwehrsekret Iridomyrmecin und Iridodial (Cavill et al., 1956 und Cavill & Ford, 1960) isoliert wurden. Iridomyrmecin war das erste in seiner Struktur bekannte Iridoid. Zuvor waren schon etliche weitere Iridoide entdeckt worden, die Isolierung und Strukturaufklärung 31 ______erwies sich jedoch wegen der Labilität der Verbindungen als schwierig. Das wird auch im Namen ”Pseudoindikane” deutlich, der für einen Teil der Iridoide vor Entdeckung des Iridomyrmecins gebräuchlich war. Dieser Name beruht auf der Eigenschaft, daß sie sich unter Einwirkung von Mineralsäuren zu blau-schwarzen Verbindungen umsetzen. Unter dem Einfluß der Säure wird die glykosidische Bindung (bzw. Esterbindung) gespalten, das gebildete Aglykon ist instabil (zwei Aldehydfunktionen!) und reagiert unter Polymerisierung zu einem dunklen bis schwarzen, unlöslichen Polymer. b-Glucosidasen bedingen die gleiche Reaktion. Darin liegt auch Ursache für das Schwarzfärben iridoidführender Pflanzen bei einer unsachgemäßen Trocknung. Da jedoch nicht alle Iridoide diese Farbreaktion zeigen, konnte sich der Name Pseudoindikane nicht durchsetzen. (Iridoide mit negativer Farbreaktion: siehe Heg-nauer, 1966.) Als erstes Iridoid isolierte Geiger bereits 1835 Cornin (=Verbenalin) aus Cornus florida. Die Strukturaufklärung von Cornin gelangen Büchi & Mannich jedoch erst 1962 - vier Jahre nachdem mit Plumierid das erste Iridoidglucosid charakterisiert worden war (Halpern et al., 1958). Inzwischen ist die Zahl bekannter Verbindungen auf weit über 500 angestiegen. Grund dafür ist die Vielfältigkeit im Substitutionsmuster. Neben einer Einführung von Sauerstoffunktionen an C-5, C-6, C-7, C-8, C-9, C-10 und/oder C-11, Veresterungen, Bildung von Epoxiden und Ausbildung von Doppelbindungen können die C-Atome 10 und 11 nach Oxidation unter Decarboxylierung entfernt werden. Dabei entstehen C-9- und C-8-Iridoide. 11 C 6 4 5 3 7 O 9 2 8 1 2' OH 4' 3' C HO OH 10 O O 6' 1' 5' OH

Abb. 2.38.: Grundstruktur der Iridoidglucoside mit Bezifferung der Positionen.

Aus dem Iridoid Loganin wird ferner durch Ringöffnung zwischen C-7 und C-8 Secologanin gebildet, von dem sich die Secoiridoide und Folgeprodukte (z.B. Indolalkaloide) ableiten lassen. Somit stellen die iridoiden Verbindungen eine vielgestaltige Naturstoffklasse dar. 32 ______

O O O O CH3 CH3 N H H H H N H HO H O O O H H H O H3C H OGlc CH2 OGlc H C OH 3 O Loganin Secologanin Yohimbin

Abb. 2.39.: Iridoide als vielgestaltige Naturstoffklasse. Einige Beispiele.

2.3.2. Biosynthese

Iridoide leiten sich als Monoterpene von je einem Molekül Isopentenyldiphosphat (IPDP) und Dimethyllallyldiphosphat (DMADP) ab.

CH3

CH3 CH3 O

H3C H2C OPP H3C OPP OR IPDP DMADP Iridoid

Abb. 2.40.: IPDP und DMADP: Grundbausteine für Iridoide.

Für die Bildung von IPDP sind zwei Synthesewege bekannt: Der klassische Acetat- Mevalonat-Weg und der erst 1993 von Rohmer et al. entdeckte 1-Desoxy-D-xylose-5- phosphat-Weg (DOXP-Weg = Pyruvat-Glycerinaldehyd-Weg). Ersterer läuft im Cytosol von Pilzen, Samenpflanzen und Säugern ab. Das auf diesem Weg gebildete IPDP geht in die Synthese von Sesquiterpenen, Triterpenen, Sterolen und Polyterpenen ein. Dagegen findet der DOXP-Weg im Cytosol von Eubakterien, in Plastiden und Cytosol von Grünalgen sowie in Plastiden der höheren Pflanzen statt. Das gebildete IPDP wird zur Synthese von Isopren, Monoterpenen, Diterpenen und Tetraterpenen verwendet (Lichtenthaler et al., 1997).

33 ______

O O O TPP H C TPP + H3C - 3 O H3C SCoA H3C SCoA OH Acetyl-CoA Acetyl-CoA O Pyruvat CO 2 O

HSCoA H OP O O OH D-Glycerinaldehyd-3-phosphat H3C SCoA O Acetoacetyl-CoA OH H SCoA OP HSCoA Acetyl-CoA HO TPP OH

O OH O

TPP HO SCoA H Hydroxymethylglutaryl-CoA (HMG-CoA) O H3C OP + 2 NADPH + - 2 NADP+ + + 2 H+ - HSCoA H O OH 1-Desoxy-D-xylulose-5-phosphat O OH

HO OH

+ 3 ATP - 3 ADP O H

H3C OP O OP HO OH H O OPP

+ 2 H2 - 3 H2O + ATP - ADP

POH, CO 2 CH3 CH2

H2C OPP H3C OPP IPDP

Abb. 2.41.: Acetat-Mevalonat-Weg (links) und DOXP-Weg (rechts). TPP = Thiamindiphosphat 34 ______

Das auf den zwei Wegen gebildete IPDP wird zu einem geringen Teil zwischen den Kompartimenten (Cytosol, Platiden) ausgetauscht. Das erklärt den geringen Einbau von Mevalonat in verschiedene Iridoide (in Loganin bei Vinca rosea: Battersby et al., 1969, Escher et al., 1970, Guarnaccia et al., 1974; in Plumierid: Yeowell & Schmid, H., 1964; in Gentiopikrosid bei Swertia caroliniensis: Coscia et al., 1969; u.a.). Über den DOXP-Weg gebildetes IPDP wird viel effizienter in Iridoide eingebaut (Contin et al., 1998; Eichinger et al., 1999). Aus dem IPDP und seinem Isomer DMADP wird nun in mehreren Schritten der Iridoidgrundkörper gebildet. Nach Verknüpfung von IPDP und DMADP zu Geranyldiphosphat und Hydrolyse zum Geraniol folgen Oxidation zum 8-Oxogeranial und Ringschluß. Je nach Angriff des Hydrid-Ions entstehen dabei zwei verschiedene Isomere: Iridodial mit 8a-Methylgruppe und 8-epi-Iridodial mit 8b-Methylgruppe (Inouye & Uesato,

1986).

CH3 CH3

H2C OPP H3C OPP IPDP DMADP

CH3 CH3 CH3 CH3

H3C OPP H3C OH Geranyldiphosphat Geraniol

CH3 CH3 H CH3 CH3 O HO O OH H 8-Oxogeranial 8-Hydroxygeraniol

H+ CH3

O H- H C 3 O CH3 CH3 H H

O O H H H3C O H3C O 8-epi-Iridodial Iridodial

8a-C-Iridoide 8b-C-Iridoide Abb. 2.42.: Bildung von Iridoidal bzw. seines Epimers 8-epi-Iridodial. 35 ______

Iridodial und sein Epimer liegen in zwei tautomeren Formen vor. Im Gleichgewicht überwiegt dabei die Dialdehyd-Form. Das zyklische Halbacetal kann als Ester oder Glykosid stabilisiert werden. Bevor jedoch die Veresterung/Glykosidierung stattfindet, erfolgt die schrittweise Oxidierung von C-11 hin zur Oxidationsstufe der entsprechenden Iridoide (Inouye & Uesato, 1986; Damtoft et al., 1992 und 1994b; Breinhold et al., 1992; Jensen et al., 1989a).

CH3 CH3 CH3 H H H

O O O H H H H C H C H C 3 O 3 OH 3 OGlc Dialdehydform Enolhalbacetalform Iridodial

OH OH OH H H H

O O O H C H H C H H C H 3 O 3 OH 3 OGlc

H O H O H O H H H

O O O H C H H C H H C H 3 O 3 OH 3 OGlc Iridotrial

COOH COOH COOH H H H

O O O H C H H C H H C H 3 O 3 OH 3 OGlc Desoxyloganinsäure-Aglykon Desoxyloganinsäure

Abb. 2.43.: Schrittweise Oxidation von C-11 und Glucosidierung, dargestellt für die Normalreihe. In der 8-epi-Reihe finden die gleichen Reaktionen statt. 36 ______

Wahrscheinlich alle C-11-Säuren, C-11-Ester und C-11-Noriridoide der 8-epi-Reihe werden aus 8-epi-Desoxyloganinsäure gebildet. 8-epi-Desoxyloganinsäure steht damit am Anfang einer Vielzahl von Verbindungen mit unterschiedlichem Substitutionsmuster. Inzwischen ist der Ablauf von fünf Biosynthesewegen bekannt, an deren Ende Lamiid, Albiosid, Lamalbid, Antirrhinosid und Catalpol stehen. Ihnen gemeinsam ist der erste Schritt, die Bildung von Mussaenosidsäure durch Hydroxylierung von C-8. Bildung von Lamiid Aus Mussaenosidsäure entsteht durch Veresterung an C-11 Mussaenosid. Aus diesem wird durch Hydroxylierung von C-5 zunächst Ipolamiid und anschließend durch Hydroxylierung von C-7 Lamiid gebildet (Damtoft et al., 1992a, 1992b). Bildung von Albiosid und Lamalbid Es erfolgt analog der Bildung von Lamiid zunächst Veresterung von C-11 zu Mussaenosid. Daraus entsteht dann durch Hydroxylierung von C-7 Caryoptosid. Eine weitere Hydroxylierung am C-6 führt zu Lamalbid, Ringöffnung zwischen C-7 und C-8 zu den Albiosiden (Damtoft et al., 1992a). Bildung von Antirrhinosid Mussaenosidsäure reagiert unter Wasserabspaltung zu 10-Desoxygeniposidsäure. Entfernung des C-11 der 10-Desoxygeniposidsäure als CO2 führt zu 6,10-Didesoxyaucubin. Es folgen Hydroxylierung von C-6 und Bildung des Epoxidringes zwischen C-7 und C-8. Dabei entsteht 10-Desoxycatalpol. Daraus wird durch Hydroxylierung von C-5 Antirrhinosid gebildet (Damtoft et al., 1993a; Damtoft et al. 1995). 10-Desoxygeniposidsäure kann wegen der Doppelbindung zwischen C-7 und C-8 strukturell weder den Iridoiden der Normalreihe noch denen der 8-epi-Reihe zugeordnet werden. Die Zugehörigkeit zur 8-epi-Reihe ergibt sich nur aus der Biosynthese. Allerdings geht die Biosynthese von 10-Desoxygeniposidsäure nicht generell von 8-epi-Desoxyloganinsäure aus. Für das in Gardenia jasminoides akkumulierte, aus 10-Desoxygeniposidsäure hervorgehende Geniposid ist die Bildung aus Desoxyloganinsäure nachgewiesen (Inouye et al. 1969 / 1972). Hier gehört 10-Desoxygeniposid-säure der Normalreihe an. Für die richtige Zuordnung der Iridoide mit einer Doppelbindung zwischen C-7 und C-8 bzw. den daraus hervorgehenden Iridoiden zur Normal- oder 8-epi-Reihe ist daher nur nach Untersuchung der Biosynthese möglich. Allerdings kann bei allen C-9-Iridoiden ohne C-11 von einer Bildung aus 8-epi-Desoxyloganinsäure ausgegangen werden. Auch die sie in einer Pflanze begleitenden Iridoide sind dann der 8-epi-Reihe zugehörig. Fehlt den Iridoiden dagegen C-10, sind sie aus Iridoiden der Normalreihe hervorgegangen (Damtoft & Jensen, 1999, und dort zitierte Literatur). 37 ______

Bildung von Catalpol Wie bei Antirrhinosid wird zunächst aus Mussaenosidsäure 10-Desoxygeniposidsäure gebildet. Diese wird zu Geniposidsäure hydroxyliert. Nun folgen analog zu Antirrhinosid Entfernung von C-11, Hydroxylierung von C-6 und Epoxidbildung. Das entstandene Catalpol ist wieder eine 8-epi-Verbindung (Damtoft et al., 1993b, Damtoft, 1994a). Bildung von Harpagid Für Harpagid ist bisher nur die Abstammung von 8-epi-Desoxyloganinsäure nachgewiesen (Damtoft et al., 1994b). Vermutlich verläuft die Biosynthese aber wieder über Mussaenosidsäure, aus der in drei Schritten (Entfernung von C-11 und Hydroxylierung von C-5 und C-6) Harpagid entsteht. 38 ______

COOH HO HO COOCH3 H OH H

HO O O O H HO H HO H H3C OGlc CH3 OGlc CH3 OGlc 8-epi-Desoxyloganinsäure Harpagid Lamalbid

COOH COOCH3 COOCH3 COOCH3 H H H H HO O O O O O HO H HO H HO H H CH3 OGlc CH3 OGlc CH3 OGlc HO CH3 OGlc Mussaenosidsäure Mussaenosid Caryoptosid Albiosid B

COOCH COOCH OH 3 OH 3

HO O O HO H HO H CH3 OGlc CH3 OGlc Ipolamiid Lamiid

COOH HO HO HO H H H H OH

O O O O O O O H H H H H H3C OGlc H3C OGlc H3C OGlc H3C OGlc H3C OGlc 10-Desoxy- geniposidsäure 6,10-Didesoxyaucubin 10-Desoxyaucubin 10-Desoxycatalpol Antirrhinosid

COOH HO HO H H H H

O O O O O H H H H HO OGlc HO OGlc HO OGlc HO OGlc Geniposidsäure 6-Desoxyaucubin Aucubin Catalpol

Abb. 2.44.: Biosynthese der von 8-epi-Desoxyloganinsäure abgeleiteten Iridoide. 39 ______

2.3.3. Iridoide als taxonomisches Merkmal

Bereits mit Beginn des Bekanntwerdens der verschiedenen Iridoidstrukturen erkannte Hegnauer die taxonomische Bedeutung dieser Substanzklasse (Hegnauer, 1973). Er stellte fest, daß sich die zumeist durch Iridoide hervorgerufene Schwarzfärbung von Pflanzenmaterial in einigen Pflanzensippen häufte. Inzwischen sind aus einer Vielzahl von Pflanzen etliche Iridoide isoliert und charakterisiert worden. Fast alle dieser Pflanzen gehören der 1992 von Olmstead et al. neu gefaßten Unterklasse der Asteridae an. Diese Gruppe zeigte sich in seinen (Olmstead et al., 1992, 1993, 2000) und weiteren Untersuchungen (Chase et al., 1993; Soltis et al.,1997) basierend auf rbcL- und ndhF-Sequenzen als monophyletisch und umfaßt neben den Arten aus Asteridae nach Cronquist (1981) einige Vertreter der Dilleniidae, Hamamelidae und Rosidae (nach Cronquist, 1981). Für die Asteridae s. l. sind unitegmische und tenuinucellate Samenanlagen, verwachsene Kronen sowie eben die Iridoidführung typisch. Die Fähigkeit zur Bildung von Iridoiden scheint eine Synapomorphie der Asteridae s. l. zu sein (Olmstead et al., 1993). Außerhalb der Asteridae s. l. kommen Iridoide nur isoliert in Daphniphyllum und Liquidambar vor. Beide Gattungen werden heute zu den Rosidae gerechnet und nehmen dort eine basale Stellung ein (Soltis et al., 1997). Da ihnen aber andere, die Asteridae kennzeichnende Merkmale fehlen, ist bei ihnen von einer konvergenten Entwicklung der Iridoidbiosynthese auszugehen (Grayer et al., 1999; Dahlgren et al. 1981). Nicht alle Vertreter der Asteridae s. l. zeigen Iridoidführung. Verschiedenen Familien, Gattungen und Arten ist mit der Entwicklung anderer Sekundärstoffe die Fähigkeit zur Biosynthese von Iridoiden verloren gegangen (Grayer et al., 1999). Zum Beispiel fehlt den Asteraceae die Iridoidführung. In dieser Familie sind dagegen die antimikrobiell potenteren Sesquiterpenlactone weit verbreitet. Die Bildung von Iridoiden wurde also zugunsten der Sesquiterpenlactone eingestellt, die Maschinerie zur Biosynthese liegt jedoch weiter in den Genen verankert. Unter bestimmten Umständen kann sie wieder aktiviert und Iridoide gebildet werden. (Nachgewiesen für Aster auriculatus: Chanzeng & Dequan, 1997.) Im folgenden Kladogramm (vereinfachter strict consensus tree, entnommen aus Olmstead et al., 2000) wird die Verwandtschaftsbeziehung und Iridoidverbreitung innerhalb der Asteridae s. l. dargestellt. Innerhalb der als iridoidführend dargestellten Familien können einzelnen Unterfamilien, Gattungen oder Arten Iridoide fehlen. Im Falle der Lamiaceae führen beispielsweise Nepetoideae (mit Ausnahmen, z. B. Nepeta), alle Tectona- und Callicarpa- sowie einige Clerodendrum-Arten keine Iridoide (Kooiman, 1972 und 1975; Jacke & Rimpler, 1983; Winterhalter, 1991; Falk, 1992; Rimpler & Christiansen, 1977; Stenzel et al., 1988). 40 ______

Lamiaceae Paulowniaceae Veronicaceae Myoporaceae Buddlejaceae Scrophulariaceae Bignoniaceae Acanthaceae Pedaliaceae Verbenaceae Stilbaceae Gesneriaceae Oleaceae Apocynaceae Gentianaceae Loganiaceae Rubiaceae Solanaceae I Convolvulaceae Montiniaceae Boraginaceae Garryaceae Asteraceae Goodeniaceae Menyanthaceae Argophyllaceae Campanulaceae Stylidiaceae Dipsacaceae Valerianaceae Linnaeaceae Caprifoliaceae II Adoxaceae Apiaceae Pittosporaceae Araliaceae Griseliniaceae Aquifoliaceae Ericaceae Balsaminaceae III Polemoniaceae Primulaceae Theaceae Loasaceae IV Hydrangeaeceae Cornaceae outgroup

Abb. 2.45.: Vereinfachter strict consensus tree nach Olmstead et al. (2000); fettgedruckt: iridoidführend, normal gedruckt: ohne Iridoide. 41 ______

Allein das Merkmal der Iridoidführung eignet sich gut für taxonomische Aussagen. Es ist ein Kennzeichen der Unterklasse Asteridae s. l., innerhalb dieser Gruppe charakterisiert der Verlust der Iridoidführung einzelne Taxa. Unter Einbeziehung der Erkenntnisse über die Biosynthese läßt sich die Aussagekraft der Iridoide aber noch steigern. Die Iridoide lassen sich in zwei Gruppen einteilen: Iridoide der 8-epi-Reihe mit 8a-C (Gruppe I) und Iridoide der Normalreihe mit 8b-C (Gruppe II). Von letzteren leiten sich die Secoiridoide (Gruppe III) ab. Die 8-epi-Iridoide können weiterhin gemäß des Oxidationsgrades von C-11 bzw. Fehlens von C-11 in 4 Gruppen eingeteilt werden: Ia: Iridoide mit Methylgruppe am C-10, Ib: Iridoide mit 11-Hydroxylgruppe, Ic: Iridoide mit 11- Oxo-funktion und Id: Iridoidsäuren bzw. deren Ester und 11-Nor-Verbindungen. Letztere Gruppe kann wiederum in drei Untergruppen unterteilt werden. Je nach der im Biosyntheseweg zuletzt auftretenden Säure gehören die Iridoide zur Mussaenosidsäuregruppe (Id-1), zur 10-Desoxygeniposidsäuregruppe (Id-2) oder zur Desoxygeniposidsäuregruppe (Id- 3). Für die Gruppe Id-1 ist die 8b-Hydroxy-Funktion charakteristisch. Die Gruppen Id-2 und Id-3 haben jeweils eine Doppelbindung bzw. einen Epoxidring zwischen C-7 und C-8, Id-3 hat zusätzlich eine Hydroxyfunktion an C-11. Die Zuordnung zu Id-1-3 ist bisher jedoch nur für diejenigen Iridoide möglich, deren Biosyntheseweg geklärt ist. Weitere Erkenntnisse im Bereich der Biosynthese könnten daher auch zu weiteren Gruppen innerhalb Id führen. Eine weitere Untergliederung der Gruppen II und III erfolgt hier nicht, da diese Iridoide innerhalb der Lamiaceae bisher gar nicht (Gruppe III) bzw. nur in Nepeta (Gruppe II) gefunden wurden.

42 ______

10-Oxogeranial

II I Iridoide mit 8b-C Iridoide mit 8a-C Ia 11 8-epi-Iridodial Iridoide mit CH3

III Ia 11 Secoiridoide 11-OH-8-epi-Iridodial Iridoide mit CH2OH

Ic 11 8-epi-Iridotrial Iridoide mit CHO

Id 11 11 Iridoide mit COOH / COOR / ohne C-11

Desoxyloganinsäure

Id-1 Mussaenosidsäure Iridoide mit 8b-OH

Id-2 10-Desoxygeniposidsäure Iridoide mit 7,8- Dehydro-/Oxido-Fkt.

Id-3 Geniposidsäure Iridoide mit 10-OH und 7,8-Dehydro-/Oxido-Fkt.

Abb. 2.46.: Übersicht über die Einteilung der Iridoide entspechend der Biosynthese.

43 ______3. Ergebnisse

3.1. Phytochemische Untersuchungen

3.1.1. Auswahl der Pflanzen

Es wurden für die phytochemischen Untersuchungen insbesondere Pflanzen aus der Unterfamilie Scutellarioideae sowie der Gattungen Premna und Gmelina ausgewählt, da deren phylogenetische Verwandtschaftsbeziehungen in dieser Arbeit untersucht werden sollten. Zu den Scutellarioideae zählen Holmskioldia, Tinnea, Renschia und Scutellaria. Die Gattung Holm-skioldia ist nur durch eine Art vertreten (H. sanguinea), deren Iridoidführung von Helfrich & Rimpler (1998) intensiv untersucht wurde. Scutellaria ist mit über 200 Arten in allen Erdteilen weit verbreitet. In vielen Arten wurden bereits Iridoide nachgewiesen. Eine gründliche Untersuchung des Iridoidmusters wurde jedoch nur bei S. albida, S. altissima, S. columnae und S. grossa durchgeführt (Calis et al., 1993; Weinges et al., 1985; Malakov et al., 1998; Miyaichi et al., 1994). Deshalb wurde im Rahmen dieser Arbeit eine weitere Art, S. galericulata, untersucht. Diese Pflanze ist auch in Mitteleuropa verbreitet und konnte am Wildstandort gesammelt werden. In der Gattung Tinnea wurde bislang nur in der Art T. zambesiaca Catalpol nachgewiesen (Cole, 1991), in 14 weiteren Arten sowie in Renschia fiel der Iridoidnachweis negativ aus (Cole, 1991). In der Untersuchung von Schmidt (1996) konnte für die im Botanischen Garten Freiburg angebaute T. zambesiaca die Catalpolführung nicht bestätigt werden. Diese widersprüchlichen Ergebnisse sollten in dieser Arbeit geklärt werden. Neben Tinnea zambesiaca wurden zwei weitere Arten untersucht, die in Tanzania am Naturstandort gesammelt wurden. Innerhalb der Gattung Premna sind fünf Arten gut phytochemisch charakterisiert. (Otsuka et al., 1989a, b, c, 1990a, b, c, 1991a, b, 1992, 1993; Bheemasankara Rao et al., 1981; Sudo et al., 1997, 1999, 2000). Daher wurden keine weiteren Arten untersucht. In der Gattung Gmelina sind die Inhaltsstoffe zweier Arten bekannt. (Hosny & Rosazza, 1998: G. arborea; Helfrich & Rimpler, 2000: G. philippensis). Ergänzend dazu wurde das Iridoidmuster von Gmelina asiatica bestimmt. Diese Pflanze wurde im Botanischen Garten Freiburg angebaut. Außerdem wurde Congea tomentosa phytochemisch untersucht. Die Gattung Congea zählt zusammen mit Sphenodesme und Symphorema nach neuesten Erkenntnissen (Wagstaff et al., 1998; Wagstaff & Olmstead, 1997; Olmstead et al., 1998) zu einer eigenen Unterfamilie 44 ______

Symphorematoideae innerhalb der Lamiaceae. Andere Autoren (Thorne, 1992) wiesen ihnen Familienstatus zu (Symphoremataceae). Die Iridoidführung ist bislang an keiner Art der Symphorematoideae untersucht worden.

3.1.2. Isolierung und Identifizierung der Iridoide

Für die phytochemischen Untersuchungen wurden die oberirdischen Teile der Pflanzen genutzt. Die Ernte erfolgte zur Blütezeit, nur Congea tomentosa wurde im vegetativen Zustand geerntet, da die Blüte bei der kultivierten Pflanze ausblieb. Die aus eigenem Anbau stammenden Arten (Tinnea zambesiaca, Gmelina asiatica und Congea tomentosa) sowie Scutellaria galericulata wurden gefriergetrocknet, die in Tanzania gesammelten Arten Tinnea aethiopica und T. vesiculosa luftgetrocknet. Die getrockneten Pflanzenteile wurden pulverisiert und erschöpfend mit Ethanol unter Erwärmung extrahiert. Die eingeengten Rohextrakte wurden durch mehrmaliges Ausschütteln mit Chloroform von den lipophilen Inhaltsstoffen befreit und über Kieselgel oder RP-18-Material grobfraktioniert. Die so erhaltenen Fraktionen wurden über DC und GC auf das Vorkommen von Iridoiden untersucht. Wenn möglich, wurden die Iridoide bereits auf dieser Stufe über GC-MS und GC- Additionsanalysen identifiziert. Fehlten authentische Reinsubstanzen zum Vergleich oder waren die Iridoide als TMS-Derivat nicht GC-gängig, wurden sie aus den Grobfraktionen rein isoliert. Dazu wurden Säulenchromatographie über Kieselgel, Sephadex LH-20, Vakuum- Flüssigkeitschromatographie über MCI-Gel und RP-18-Material, MPLC und HPLC über RP- 18-Material sowie die Gegenstromverteilung (MLCCC) als Trennverfahren genutzt. Die so erhaltenen Iridoide wurden über spektroskopische Methoden (1H-NMR, 13C-NMR, MS) identifiziert. 45 ______

Kraut / Blätter luftgetrocknet / gefriergetrocknet 1. EtOH, 96%, 30min, DT 2. EtOH, 96% / 90%, 30 min, DT 3. EtOH, 70%, 30 min, DT eingeengter Rohextrakt

3 x Ausschütteln mit CHCl3 1:1 hydrophiler Rohextrakt

SC über Kieselgel mit CH2Cl2:MeOH:H2O 80:20:2®50:50:5 zu MeOH 100% oder

VLC über RP-18 mit MeOH:H2O 0:100®100:0 Grobfraktionen DC; SC über Kieselgel, Sephadex LH-20; GC-MS; VLC über MCI-Gel, RP-18; GC-Addition MPLC, HPLC über RP-18; MLCCC Nachweis von Iridoiden Isolierung von Iridoiden 1H-NMR; 13C-NMR; MS Strukturaufklärung

Abb. 3.1.: Allgemeines Isolierungsschema der Iridoidglykoside. 46 ______

3.1.3. Iridoide aus Gmelina asiatica

Isolierung der Iridoide

Gmelina asiatica wurde im Botanischen Garten Freiburg angebaut und zur Blütezeit geerntet. Die oberirdischen Pflanzenteile wurden gefriergetrocknet und mit Ethanol extrahiert. Der Extrakt wurde durch Ausschütteln mit Chloroform von lipophilen Inhaltsstoffen befreit und dann über RP-18-Material getrennt. In der Fraktion II.8. waren im Dünnschichtchromatogramm nach Besprühen mit Vanillin-Schwefelsäure bräunlich-violette Flecken erkennbar. Diese deuteten auf das Vorhandensein von Catalpolderivaten hin. Über GC konnten die Verbindungen nicht beobachtet werden, da ihre TMS-Derivate aufgrund der Molekülgröße nicht flüchtig waren. In offener Säulenchromatographie über Sephadex LH-20 ließen sich die Verbindungen anreichern und mittels Gegenstromverteilung vortrennen. Die Isolierung der Reinsubstanzen erfolgte dann über MPLC mit RP-18-Material. Die isolierten Verbindungen neigten in protischen Lösungsmitteln sehr zu Umlagerungen. Der Kontakt der Substanzen zu Wasser und Methanol wurde daher weitgehend minimiert. Die Fraktionen wurden nach einer Trennung rasch und schonend aufbereitet, und die NMR-Spektren wurden in aprotischen Lösungsmitteln wie Aceton und Acetonitril aufgenommen. Die Strukturen der Verbindungen A bis E konnten mittels spektroskopischer Methoden als mono- und diacylierte Derivate von 6-O- a-L-Rhamnopyranosylcatal-pol identifiziert werden. In den Fraktionen II.3., II.4. und II.5. konnten weitere Iridoide gefunden werden, die über GC- MS als Catalpol, 8-epi-Loganinsäure, Mussaenosidsäure, Gardosid und Geniposidsäure identifiziert und durch GC-Additionsanalyse mit authentischen Reinsubstanzen bestätigt wurden. 47 ______

Gmelina asiatica 140 g Kraut, gefriergetrocknet Extraktion mit EtOH 96, 90, 70%; Ausschütteln mit CHCl3 Hydrophiler Extrakt 27g

VLC: RP-18 H2O®MeOH

20% MeOH 30% MeOH 40% MeOH 70% MeOH 6 ´ 250 ml 6 ´ 250 ml 6 ´ 250 ml 6 ´ 250 ml II.3 II.4 II.5 II.8 345 mg 407 mg 675 mg 4,22 g GC-MS GC-MS GC-MS SC: GC-Add. GC-Add. GC-Add. Sephadex LH-20 MeOH Catalpol Gardosid 8-epi-Loganinsäure Geniposidsäure Mussaenosidsäure Gardosid II.8.4 2,40 g

MLCCC NEM

II.8.4.3 II.8.4.4 II.8.4.5 II.8.4.7 II.8.4.8 48 mg 27 mg 19 mg 65 mg (30mg) 93 mg (55 mg)

MPLC MPLC MPLC MPLC VLC RP-18 RP-18 RP-18 RP-18 MCI-Gel

29% ACN 29% ACN 29% ACN 26% ACN H2O®MeOH

II.8.4.3.2 II.8.4.4.9 II.8.4.5.3 II.8.4.7.4 10 mg 3,5 mg 3 mg 1,5 mg MeOH, Verbindung A Verbindung C Verbindung B Verbindung D 50%, 55%

+ II.8.4.8.7+8 34 mg II.8.4.3.6 MPLC 5 mg RP-18 Verbindung C 27% ACN

II.8.4.8.8.4 3 mg Verbindung E

Abb. 3.2.: Isolierungsschema für Gmelina asiatica. 48 ______

OR R O 1 R1 R2 R3 2 2'' A Benzoyl H Acetyl R3O H C O 1'' 3 B Benzoyl Acetyl H O H 4 C H Acetyl 6 3 7 5 Benzoyl 9 O O 1 D p-Moc H H 8 H 1' OH HO 10 O O E p-Coum H Acetyl HO OH 2' OH

O O O O b 2''' b 1''' 1''' 1''' H3C a a

HO H3CO Acetyl Benzoyl p-trans-Coumaroyl p-trans-Methoxycinnamoyl (p-Coum) (p-Moc)

COOH COOH COOH COOH H H H H

HO HO O O O O H H H H H3C OH OGlc H3C OGlc H2C OGlc HO OGlc

Mussaenosidsäure 8-epi-Loganinsäure Gardosid Geniposidsäure

HO H

O O H HO OGlc

Catalpol

Abb. 3.3.: Inhaltsstoffe von Gmelina asiatica.

Isolierung des Gemisches A, B und C Eine analytische HPLC-Trennung der Fraktion II.8.4.4. über RP-18-Material zeigte das

Vorhandensein von drei Verbindungen mit identischem UV-Spektrum (lmax=231 nm) neben wenigen weiteren Substanzen in geringeren Konzentrationen. Diese drei Hauptkomponenten A, B und C lagen in einem Konzentrationsverhältnis von 1:2:3 vor. Diese vermutlich 49 ______strukturähnlichen Verbindungen wurden über MPLC voneinander und von den Verunreinigungen getrennt. Die Fraktionierung erfolgte gemäß des während der Trennung aufgezeichneten Chromatogramms direkt in Kolben, so daß eine sofortige Elimination des Lösungsmittels im Vakuum möglich war. Dabei wurde die Temperatur des Wasserbades auf 30°C beschränkt. Anschließend wurden die Fraktionen mit Wasser verdünnt und mit flüssigem Stickstoff eingefroren. Jede Fraktion war durch diese Vorgehensweise maximal 15 min in wäßriger Lösung. Umlagerungsreaktionen wurden somit minimiert. Nach der Gefriertrocknung wurden die iridoidhaltigen Fraktionen II.8.4.4.2.; II.8.4.4.5. und II.8.4.4.9. über HPLC getestet. Trotz der Vorsichtsmaßnahmen bei der Aufbereitung zeigte sich, daß Umlagerungsreaktionen stattgefunden hatten und in keiner Fraktion eine der Verbindungen A, B und C isoliert vorlag. Alle Fraktionen enthielten Gemische von A, B und C in unterschiedlichen Konzentrationsverhältnissen. Bei genügend großen Konzentrationsunterschieden können die Strukturen jedoch auch aus einem Gemisch aufgeklärt werden, da die Verbindungen in den NMR-Spektren entsprechend ihrer Konzentration unterschiedliche Signalintensitäten zeigen. Daher wurde zunächst auf eine weitere Aufreinigung der Verbindungen A-C verzichtet und eine Strukturaufklärung an einer Mischfraktion vorgenommen. Dafür wurde die Fraktion II.8.4.4.9. ausgewählt. In dieser Fraktion lagen die Verbindungen A, B und C mit 14:1:58 in deutlich unterschiedlichen Konzentrationen vor, zudem war es die massenmäßig größte Fraktion. Nach zweimaligem

D2O-Austausch wurde ein Teil der Fraktion nochmals über HPLC getestet und der andere Teil NMR-spektroskopisch vermessen. Das Verhältnis der Verbindungen A, B und C hatte sich während des D2O-Ausstausches wiederum verschoben und betrug jetzt 1,1:1:1,2. Die Zuordnung der NMR-Signale zu den einzelnen Verbindungen war nun nicht mehr eindeutig anhand der Intensitäten möglich. Aus den NMR-Spektren ließen sich dennoch über H-H- und C-H-Korrelationen die Strukturen ableiten. Sie wurden mit 1, 2 und 3 bezeichnet. Die Zuordnung der Strukturen zu den Verbindungen A, B und C war wegen der gleichen

Signalintensitäten nicht möglich. Während der NMR-Messungen in ACN-d3 zeigten sich keine weiteren Umlagerungen. Diese Reaktionen waren also auf protische Lösungsmittel beschränkt.

Identifizierung des Gemisches A, B und C Im 1H-NMR waren für die drei Verbindungen mit annähernd gleicher chemischer Verschiebung Signale für Catalpol, eine unsubstituierte Phenylgruppe sowie eine Methylgruppe vorhanden. Die H-Signale konnten aufgrund ihres Aufspaltungsmusters, der chemischen Verschiebung und über das 1H-1H-COSY-Spektrum eindeutig zugewiesen werden. H-5, H-6 50 ______und H-7 des Catalpols liegen gegenüber den Protonen des unsubstituierten Iridoids um 0.1 bis 0.2 ppm bei tieferem Feld. Das spricht für eine Substitution des Catalpols am C-6 mit einem elektronenziehenden Rest.

Tab. 3.1.: 1H-NMR-Signale von Teilstrukturen der Verbindungen 1, 2 und 3 im Vergleich mit Literaturdaten.

1H-Signale d (ppm) Verbindungen 1-3 Catalpol 6-O-a-L-Rhamno- pyranosylcatalpol Morota et al. (1989) Miyase et al. (1991)

ACN-d3 CD3OD CD3OD

Catalpol 1 4.94; 4.95; 4.97 d (9.5) 5.03 dd (9.8; 0.4) 5.08 d (9.5) 3 6.37; 6.37; 6.38 dd (6; 2) 6.34 ddd ( 6.0; 1.9; 0.4) 6.36 dd (6; 1.5) 4 5.06; 5.09; 5.09 dd (6; 4.5) 5.06 ddd (6.0; 4.5; 0.5) 5.06 dd (6; 4.5) 5 2.42; 2.44; 2.45 ddt (8; 4.5; 2) 2.27 dddd (8.2; 7.6; 4.5; 1.9) 2.39 m 6 4.00; 4.02; 4.02 dd (8.5; 1) 3.90 dd (8.2; 1.2) 4.00 br d (8) 7 3.58; 3.58; 3.61 br s 3.44 br d (1.2) 3.62 br s 9 2.53; 2.54; 2.54 dd (10; 8) 2.53 dd (9.8; 7.6) 2.54 dd (9.5; 8) 10A 3.63 - 3.78 m 3.78 d (13.1) 3.80 d (13) 10B 3.98 - 4.02 m 4.13 d (13.1) 4.13 d (13) 1’ 4.73; 4.73; 4.74 d (8) 4.76 d (7.9) 4.77 d (8) 2’ 3.18; 3.18; 3.20 br t (8.5) 3.25 dd (9.3; 7.9) 3.25 t (8) 3’ 3.31 - 3.37 m 3.39 dd (9.3; 8.5) 3.39 t (9) 4’ 3.23 - 3.31 m 3.26 dd (9.8; 8.5) 3.24 t (8.5) 5’ 3.23 - 3.31 m 3.31 m - 6’A 3.56 - 3.62 m 3.63 dd (11.9; 6.4) 3.62 dd (12;6) 6’B 3.63 - 3.78 m 3.90 dd (11.9; 2.1) 3.91dd (12;2) Methyl 2.07; 2.10; 2.13 s Phenyl 2, 6 7.98; 8.03; 8.05 m 3, 5 7.50; 7.53; 7.54 m 4 7.63; 7.66; 7.66 m

Neben diesen Signalen waren im 1H-NMR weitere Signale zu erkennen. Anhand des Aufspaltungsmusters und über 1H-1H-COSY konnten sie drei Rhamnose-Einheiten zugeordnet werden. Bei jeder Rhamnose liegen zwei jeweils verschiedene Protonen gegenüber der unsubstituierten Verbindung bei tieferem Feld. Demnach trägt jede Rhamnose zwei 51 ______elektronenziehende Substituenten an anderen Positionen. Im Substitutionsmuster der Rhamnose unterscheiden sich also die Verbindungen 1-3.

Tab. 3.2.: 1H-NMR-Daten der Rhamnopyranosylgruppen der Verbindungen 1-3 im Vergleich mit Literaturdaten.

1H-NMR Verbindung 1 Verbindung 2 Verbindung 3 a-L-Rhamno- 6-O-a-L-Rhamno- pyranose pyranosyl- catalpol Jansson & Wid-Miyase et al. malm (1992) (1991)

ACN-d3 ACN-d3 ACN-d3 D2O CD3OD 1 5.08 d (2) 5.10 d (2) 4.98 d (2) 5.12 4.93 d (1.5) 2 5.40 dd (3; 3.5) 5.32 dd (3; 3.5) 4.17 dd (3; 3.5) 3.92 3.85 dd (1.5; 3.5) 3 5.06 dd (3.5; 10) 4.08 dd (3.5; 10) 5.20 - 5.24 m 3.81 3.67 dd (3.5; 9.5) 4 3.63 - 3.67 m 4.98 t (10) 5.20 - 5.24 m 3.45 3.39 t (9.5) 5 3.84 dq (6; 9.5) 3.88 dq (6; 9.5) 3.96 dq (6; 9.5) 3.86 - 6 (3H) 1.32 d (6) 1.19 d (6) 1.18 d (6) 1.28 1.25 d (6)

Im 13C-NMR ließen sich C-Signale für die gleichen Struktureinheiten finden. Für Catalpol, die Phenylgruppe und die Methylgruppe liegen die chemischen Verschiebungen für alle drei Verbindungen sehr eng beieinander. Die Signale der drei Rhamnosen dagegen haben unterschiedliche chemischen Verschiebungen. Das unterstützt die Vermutung, daß sich die Substanzen 1-3 im Substitutionsmuster der Rhamnose unterscheiden. Über HMQC konnten die H- und C-Signale einander zugeordnet werden. Im 13C-Spektrum waren außerdem noch je drei weitere Signale zwischen 166 und 167 ppm sowie zwischen 171 und 172 ppm erkennbar, die das Vorhandensein von Carbonyl-C-Atomen anzeigten. 52 ______

O 4 6 H 2 5 3 3 1 7 CH O O 9 3 O O 8 1 OH 4 6 H 2' 3' 10 HO 4' OH 5 HO O O 6' 1' 5' OH Verbindungen 1, 2 und 3

O O OH O O 4 HO 4 3 2 4 3 2 3 2 HO O O O O CH3 1 CH3 O 1 CH3 1 6 5 6 5 6 5 O O O

Verbindung 1 Verbindung 2 Verbindung 3

Abb. 3.4.: Aus den 1H- und 13C-NMR-Spektren ableitbare Struktureinheiten.

Die Stellung der Struktureinheiten im Molekül wird aus der HMBC-Messung ersichtlich, bei der eine Korrelation zwischen H- und C-Atomen über 2-3 Bindungen erstellt wird. So koppeln die H-Atome der Methylgruppen mit den C-Atomen der Carbonylgruppen mit Signalen zwischen 171 und 172 ppm. Ebenso gibt es Kopplungssignale zwischen H-2 und H-6 der Phenylgruppen und den C-Atomen der Carbonylgruppen mit Signalen zwischen 166 und 167 ppm. Es liegen also je drei Acetyl- und Benzoylgruppen vor.

O H d H =171 ppm H H H d= O 168 ppm Abb.3.5.: Kopplungen über zwei Abb.3.6.: Kopplungen über drei Bindungen in der Acetylgruppe. Bindungen in der Benzoylgruppe.

Das C-6 jedes Catalpols koppelt jeweils mit dem H-1 einer Rhamnose und das H-6 jedes Catalpols koppelt wiederum mit dem C-1 einer Rhamnose. Jede Rhamnose ist demnach glykosidisch mit der OH-Gruppe am C-6 eines Catalpols verbunden. Es liegen in der Fraktion also drei Derivate des 6-O-a-L-Rhamnopyranosylcatalpols vor, die sich untereinander in der Stellung je eines Acetylrestes und Benzoylrestes an der Rhamnose unterscheiden.

53 ______

-H -Acetyl -Benzoyl O O O CH3 O H O H H

O O H OH O HO OH HO O OH

Abb. 3.7.: HMBC-Kopplungen zwischen Rhamnose und Catalpol in den Verbindungen 1 bis 3.

Verbindung 1 ist, wie sich aus der Tieffeldverschiebung der H- und C-Atome ableiten läßt, an Position 2 und 3 der Rhamnose substituiert. Im HMBC koppelt das H-2 der Rhamnose mit dem Carbonyl-C-Atom des Benzoylrestes. Zwischen dem H-3 der Rhamnose und dem Carbonyl-C- Atom eines Acetylrestes gibt es ein weiteres Kopplungssignal. Verbindung 1 ist also 6-O-a-L- (3’‘-O-Acetyl, 2’‘-O-benzoyl)rhamnopyranosylcatalpol. Die Verbindung 2 trägt die Acylreste an O-2 und O-4 der Rhamnose. Zwischen H-4 der Rhamnose und dem Carbonyl-C der Acetylgruppe gibt es ein Kopplungssignal. An O-4 ist also die Acetylgruppe gebunden. Die Benzoylgruppe befindet sich folglich an O-2 der Rhamnose. Verbindung 2 ist demnach 6-O-a-L-(4’‘-O-Acetyl, 2’‘-O-benzoyl)rhamnopyranosylcatalpol. Aufgrund der geringen Konzentration konnte kein Kopplungssignal zwischen H-2’’ und Benzoyl-C=O detektiert werden. Bei Verbindung 3 befinden sich die Acylgruppen an O-3 und O-4 der Rhamnose. Im 1H- NMR-Spektrum liegen die Signale für H-3’’ und H-4’’ sehr eng beieinander und bilden ein Multiplett (5.20 - 5.24 ppm). Das im HMBC erkennbare Kopplungssignal zu dem Carbonyl-C der Acetylgruppe kann daher nicht eindeutig H-3’’ oder H-4’’ zugewiesen werden. Ein Kopplungssignal zum Carbonyl-C der Benzoylgruppe ist nicht vorhanden. Die genaue Struktur von Verbindung 3 ist daher unklar, es handelt sich entweder um 6-O-a-L-(4’‘-O-Acetyl, 3’‘-O- ben-zoyl)rhamnopyranosylcatalpol oder um 6-O-a-L-(3’‘-O-Acetyl, 4’‘-O- benzoyl)rhamnopyrano-sylcatalpol. Mit vorliegenden Daten ist nicht zu entscheiden, welche der Strukturen 1-3 jeweils den Verbindungen A, B und C zuzuordnen ist, da die Signalintensitäten aller drei Verbindungen in 54 ______den NMR-Messungen nahezu gleich sind. Außerdem konnte die Struktur der Verbindung 3 mit den NMR-Daten des Gemisches nicht eindeutig ermittelt werden. Daher war es nötig, die Verbindungen erneut zu isolieren und sie im NMR zu vermessen. Dabei mußten Umlagerungen durch noch mehr Vorsicht bei der Isolierung und Aufarbeitung vermieden werden.

Nachisolierung der Verbindungen A, B und C Aus analytischen HPLC-Läufen war bekannt, daß die Fraktion II.8.4.3. vor allem die Verbindungen A und C und die Fraktion II.8.4.5. hauptsächlich Verbindung B enthielten. Die Fraktionen II.8.4.3. und II.8.4.5. wurden daraufhin analog der Fraktion II.8.4.4. über RP-18- Material mittels MPLC getrennt. Die Fraktionierung erfolgte wieder entsprechend des mitlaufenden Chromatogramms direkt in Rundkolben. Bei den Fraktionen mit den gesuchten Verbindungen wurden die Rundkolben in ein Thermoisolationsgefäß gestellt, das mit flüssigem Stickstoff gefüllt war. Das eintropfende Eluat wurde auf diese Weise direkt eingefroren. Um ein vollständiges Durchfrieren der Fraktionen zu gewährleisten, wurde zum Eluat demineralisiertes Wasser zugetropft.

Abb. 3.8.: Versuchsanordnung zur Isolierung von instabilen Verbindungen über MPLC.

Die eingefrorenen Fraktionen wurden anschließend gefriergetrocknet und für die NMR- spektroskopischen Untersuchungen im Rundkolben unter Stickstoffatmosphäre in deuteriertem Acetonitril gelöst und in NMR-Meßröhrchen überführt. Die im Rundkolben verbliebenen Substanzreste wurden in tarierte Rollrandgläschen überführt und dienten nach Gefriertrocknung der Kontrolle der Trennung über HPLC. Die mittels NMR-Spektroskopie untersuchten Substanzen wurden nach der Messung ebenfalls in tarierte Rollrandgläschen 55 ______

überführt und gefriergetrocknet. Die Massenbestimmung erfolgte also erst nach den NMR- Messungen. Durch direktes Einfrieren während der Trennung, Minimierung des Luftfeuchte-

Kontaktes durch Arbeiten unter Stickstoffatmosphäre und Verzicht auf D2O-Austausch wurde die Möglichkeit von Umlagerungsreaktionen weitestgehend reduziert. Wegen dieser Vorkehrungen lagen die Verbindungen A und B nahezu als Reinsubstanzen (>90%) und Verbindung C stark angereichert vor (66%, daneben 27% Verbindung A und 7% Verbindung B). Der Reinheitsgrad der Verbindungen konnte anhand der HPLC-Chromatogramme und der NMR-Spektren ermittelt werden. Die NMR-Signale der einzelnen Verbindungen entsprachen denen des Gemisches II.8.4.4.8. Die aus dem Gemisch identifizierten Strukturen 1, 2 und 3 ließen sich jetzt den Verbindungen A, B und C zuordnen. Demnach handelt es sich bei der Verbindung A (Fraktion II.8.4.3.2.) um 6-O-a-L-(4’‘-O-Acetyl-, 2’‘-O-Benzoyl)rhamnopyranosylcatalpol (Struktur 2), bei der Verbindung B (Fraktion II.8.4.5.3.) um 6-O-a-L-(3’‘-O-Acetyl-, 2’‘-O- Benzoyl)rhamnopyranosyl-catalpol (Struktur 1) und bei der Verbindung C (Fraktion II.8.4.5.6) um 6-O-a-L-(4’’-O-Acetyl, 3’’-O-benzoyl)rhamnopyranosylcatalpol oder 6-O-a-L-(3’‘-O- Acetyl, 4’‘-O-benzoyl)rhamno-pyranosylcatalpol (Struktur 3). Tabelle 3.3. zeigt eine Übersicht der NMR-Daten der drei Verbindungen. Von der Verbindung B (Fraktion II.8.4.5.3.) wurde ein ESI-MS aufgenommen. Das Spektrum zeigte ein Signal (m/z 677). Dieses Signal entspricht dem Quasimolekülion [M+Na]+ der

Verbindung B. Die Summenformel C30H38O16 ist somit bestätigt. Von der Verbindung C (Fraktion II.8.4.5.6.) wurden zur Klärung der genauen Struktur erneut ein HMBC-Spektrum aufgenommen sowie zusätzlich ein Noesy-Experiment, eine TOCSY- Messung und selektive Entkopplungsexperimente durchgeführt. Mittels dieser Methoden sollten zum einen die Schwerpunkte von H-3’’ und H-4’’ im Multiplett bei 5.20 - 5.24 ppm ermittelt werden und zum anderen die Zuordnung der Acylreste zu den entsprechenden Positionen der Rhamnose erfolgen. Über selektive Entkopplung der Protonen H-2’’ und H-5’’ sollte das Multiplett bei 5.20 - 5.24 ppm auswertbar werden, da dann nur H-3’’ mit H-4’’ entsprechend eines AB-Systems miteinander koppeln. Da das H-5’’-Signal jedoch sehr breit ist, konnte dieses Signal nicht vollständig unterdrückt werden. Es wurde daher nur eine selektive Entkopplung von H-2’’ durchgeführt. Das ABMX-System vereinfachte sich somit zu einem ABX-System. Das Multiplett von H-3’’ und H-4’’ war jedoch auch jetzt noch nicht auswertbar. In den zweidimensionalen Meßverfahren Noesy und TOCSY geben die Protonen Kopplungssignale zu Protonen in räumlicher Nachbarschaft. H-3’’ sollte deswegen in beiden Verfahren Kopplungssignale zu H-2’’ und H-5’’ zeigen. H-4’’ sollte zu H-6’’ koppeln. 56 ______

H4'' OH HO HO H '' 2 H1'' (H6'')3C H3'' H5'' O

Abb. 3.9.: Kopplungen von H-3’’ und H-4’’ in Noesy- und TOCSY-Experimenten.

Tatsächlich traten diese Kopplungssignale in den Spektren auf, allerdings ließen sie sich nicht zwei deutlich voneinander getrennten Schwerpunkten innerhalb des Multipletts bei 5.20 - 5.24 ppm zuordnen. Ebenso konnten die im HMBC-Spektrum aufgetretenen Kopplungssignale zu den Carbonyl-C-Atomen der Benzoyl- und der Acetylgruppe keinen verschiedenen Schwerpunkten im Multiplett zugeordnet werden. Daher konnte die Frage nach der Stellung vom Acetyl- und Benzoylrest an der Rhamnose trotz der ergänzenden Messungen nicht geklärt werden. Aus der Literatur sind verschiedene diacylierte Rhamnopyranosylcatalpol-Derivate bekannt. Etliche davon haben neben einem aromatischen Acylrest eine Acetylgruppe (Miyase et al., 1991; Miyase & Mimatsu, 1999; Otsuka et al., 1990b). Von den beschriebenen Verbindungen tragen die meisten den Acetylrest an Position 3’’ der Rhamnose. Das H-3’’-Signal liegt dann als Doppeldublett (J=4 und 9 Hz) im Bereich von 5.13 bis 5.25 ppm. H-4’’ erscheint als Triplett (J=9 Hz) um 0.05 bis 0.1 ppm bei tieferem Feld. In einer der beschriebenen Verbindungen, 6-O-a-L-(4’’-O-Acetyl, 3’’-O-isoferuloyl)rhamnopyranosylcatalpol (Otsuka et al., 1990b) befindet sich die Acetylgruppe aber in Position 4’’. Im 1H-NMR-Spektrum fallen hier die Signale von H-3’’ und H-4’’ als Multiplett bei 5.24 ppm zusammen. Der Vergleich mit diesen Daten läßt vermuten, daß sich auch bei Verbindung C der Acetylrest in Position 4’’ der Rhamnose befindet. Um die Struktur von Verbindung C endgültig aufzuklären, könnten als weitere Möglichkeit die NMR-Spektren in anderen Lösungsmitteln aufgenommen werden. In anderen Lösungsmitteln haben H-3’’ und H-4’’ unter Umständen deutlich andere chemische Verschiebungen. Allerdings kommen hierfür keine protischen Lösungsmittel in Frage, da sie zu einer Umlagerung der Verbindung führen. Auch Pyridin, welches bekannt für seine Verschiebungsveränderung ist, verursacht eventuell Umlagerungsreaktionen. Es wurde daher auf eine Aufnahme von NMR-Spektren in Pyridin verzichtet. Die Kodierung der Iridoidmerkmale von Gmelina asiatica war auch möglich, ohne die exakte Stellung der Acetylgruppe und der Benzoylgruppe in der Verbindung C zu kennen.

57 ______

Tab. 3.3.: 1H- und 13C- NMR-Daten der Verbindungen A-C. 1 13 H-NMR (ACN-d3) C-NMR (ACN-d3) Ver- A B C A B C bindung Struktur 2 1 3 2 1 3 Fraktion II.8.4.3.2 II.8.4.5.3 II.8.4.3.6 II.8.4.3.2 II.8.4.5.3 II.8.4.3.6 1 4.95 d 4.95 d 4.97 d 95.15 95.16 95.18 J1, 9 = 9.5 J1, 9 = 9.5 J1, 9 = 9.5 3 6.37 dd 6.37 dd 6.38 dd 141.89 141.88 141.86 J3, 4 = 6 J3, 4 = 6 J3, 4 = 6 J3, 5 = 2 J3, 5 = 2 J3, 5 = 2 4 5.06 dd 5.09 dd 5.08 dd 103.51 103.56 103.61 J4, 3 = 6 J4, 3 = 6 J4, 3 = 6 J4, 5 = 4.5 J4, 5 = 4.5 J4, 5 = 4.5 5 2.42 ddt 2.44 ddt 2.44 ddt 36.80 36.81 36.80 J5, 3 = 2 J5, 3 = 2 J5, 3 = 2 J5, 4 = 4.5 J5, 4 = 4.5 J5, 4 = 4.5 J = 8 J = 8 J = 8 6 4.00 dd 4.02 dd 4.02 dd 83.97 84.19 84.12 J6, 5 = 8.5 J6, 5 = 8.5 J6, 5 = 8.5 J6, 7 = 1 J6, 7 = 1 J6, 7 = 1 7 3.58 br s 3.58 br s 3.62 br s 58.91 59.06 59.14

8 66.29 66.28 66.19 9 2.53 dd 2.53 dd 2.54 dd 43.07 43.14 43.13 J9, 1 = 10 J9, 1 = 10 J9, 1 = 10 J9, 5 = 8 J9, 5 = 8 J9, 5 = 8 10A 3.70 d 3.63-3.72a 3.70 d 61.54 61.55 61.63 J10A, 10B = J10A, 10B = 13.5 13.5 10B 4.00 d 4.00 d 4.02 d J10B, 10A = J10B, 10A = J10B, 10A = 13.5 13.5 13.5 1’ 4.73 d 4.73 d 4.75 d 99.56 99.57 99.58 J1’, 2’ = 8 J1’, 2’ = 8 J1’, 2’ = 8 2’ 3.19 br t 3.19 br t 3.20 br t 74.42 74.43 74.44 J = 8.5 J = 8.5 J = 8.5 3’ 3.34 t 3.34 t 3.35 t 77.30 77.30 77.30 J = 9 J = 9 J = 9 4’ 3.24-3.31b 3.23-3.31b 3.25-3.31b 71.16 71.09 71.18 5’ 3.24-3.31b 3.23-3.31b 3.25-3.31b 77.72 77.73 77.74 58 ______

Fortsetzung Tab. 3.3. 6’A 3.58 dd 3.58 dd 3.60 dd 62.59 62.62 62.61 J6’A, 6’B = 12 J6’A, 6’B = 12 J6’A, 6’B = 12 J6’A, 5’ = 5.5 J6’A, 5’ = 5.5 J6’A, 5’ = 5.5 6’B 3.73 br d 3.74 br d 3.75 br d J6’B, 6’A = 12 J6’B, 6’A = 12 J6’B, 6’A = 12 1’’ 5.10 d 5.08 d 4.98 d 97.21 97.41 100.01 J1’’, 2’’ = 2 J1’’, 2’’ = 2 J1’’, 2’’ = 2 2’’ 5.32 dd 5.40 dd 4.17 br s 73.88 71.35 69.54 J2’’, 1’’ = 2 J2’’, 1’’ = 2 J2’’, 3’’ = 3.5 J2’’, 3’’ = 3.5 3’’ 4.06-4.12 5.06 dd 5.20-5.24c 68.33 73.47 73.71d J3’’, 2’’ = 3.5 J3’’, 4’’ = 10 4’’ 4.98 t 3.63-3.72a 5.20-5.24c 74.97 71.19 71.59d J = 10 5’’ 3.88 dq 3.84 dq 3.96 dq 67.76 69.97 67.73 J5’’, 4’’ = 9.5 J5’’, 4’’ = 9.5 J5’’, 4’’ = 9.5 J5’’, 6’’ = 6 J5’’, 6’’ = 6 J5’’, 6’’ = 6 6’’ (3H) 1.19 d 1.32 d 1.18 d 17.85 18.00 17.73 J6’’, 5’’ = 6 J6’’, 5’’ = 6 J6’’, 5’’ = 6 1’’’ 130.87 130.65 130.98 2’’’,6’’’ 8.05 dde 8.03 dde 7.98 dde 130.52 130.51 130.46 J = 8.5 J = 8.5 J = 8.5 J = 1 J = 1 J = 1 3’’’,5’’’ 7.53 dte 7.53 dte 7.50 dte 129.71 129.75 129.63 J = 7 J = 7 J = 7 J = 2 J = 2 J = 2 4’’’ 7.66 tte 7.66 tte 7.63 tte 134.50 134.59 134.35 J = 7.5 J = 7.5 J = 7.5 J = 6 J = 6 J = 6 C=O 166.54 166.41 166.60 CH3 (3H) 2.07s 1.94 s 1.92 s 21.25 21.11 21.01 C=O 171.37 171.39 171.11 a Signale überlagern sich b Signale überlagern sich c Signale überlagern sich d Signale sind austauschbar e Protonen eines AA’BB’C-Systems, Signale nach Regeln erster Ordnung interpretiert

59 ______

Isolierung und Identifizierung der Verbindung E Auf dem Dünnschichtchromatogramm der Fraktion II.8.4.8. war nach Besprühen mit Vanillin- Schwefelsäure neben schwächeren bräunlichen und gelblichen Flecken ein starker, ebenfalls brauner Fleck erkennbar. Dieser Fleck konnte im HPLC-Chromatogramm der Hauptkomponente zugeordnet werden, die bei l=316 nm ein UV-Absorptionsmaximum aufwies. Um diese Substanz rein zu isolieren, wurde die Fraktion zunächst über MCI-Gel angereichert und danach mit MPLC über RP-18-Material getrennt. Zur Vermeidung von Umlagerungsreaktionen im letzten Trennungsschritt wurde die gewünschte Verbindung bereits während der Elution unter Zugabe von Wasser mit flüssigem Stickstoff eingefroren. Nach

Gefriertrocknung wurde die Fraktion unter Stickstoffathmosphäre in Aceton-d6 gelöst und NMR-spektroskopisch untersucht. Von der Substanz wurden ein 1H-, ein 1H-1H-COSY-, ein 13C-, ein HMQC- und ein HMBC-Spektrum aufgenommen. Das 1H-NMR- und das 13C-NMR-Spektrum zeigten die Signale eines Rhamnopyranosylcatalpolgrundgerüsts mit im Vergleich zur unsubstituierten Verbindung ins Tieffeld verschobene Signale für H-2’’ (5.21 ppm) und H-4’’ (5.00 ppm) bzw. C-2’’ (73.37 ppm) und C4’’ (71.49 ppm). Weitere Signale aus dem 1H-Spektrum belegten das Vorhandensein zweier vicinaler Protonen an einer trans-Doppelbindung (6.44 und 7.66 ppm; J=15.5 Hz), vier aromatischer Protonen eines AA’BB’-Systems (6.90 und 7.59 ppm; J=10 Hz) und einer Methylgruppe bei 2.05 ppm. Aus dem 13C-NMR-Spektrum waren neben den Signalen für den Aromaten, die Doppelbindung und die Methylgruppe Signale für zwei Carbonyl-C-Atome ersichtlich (167.09 und 170.71 ppm). Anhand des HMBC-Spektrums konnten die Teilstrukturen einander zugeordnet werden. Die Methylgruppe ist Bestandteil einer Acetylgruppe (Signal des Carbonyl-C bei 170.71 ppm), die am O-4’’ der Rhamnose gebunden ist. Aromat, Doppelbindung und die andere Carbonylgruppe gehören zu einer trans-p- Coumaroyl-Gruppe, die sich an Position 2’’ der Rhamnose befindet. Die Stellung der Acylreste ist durch Kopplungssignale zwischen dem jeweiligen Carbonyl-C und H-2’’ bzw. H-4’’ eindeutig belegt. Bei der Verbindung E handelt es sich folglich um 6-O-a-L-(4’‘-O-Acetyl-, 2’‘-O-trans-cinnamoyl)rhamnopyranosylcatalpol. Von der Verbindung wurden auch ein ESI-MS aufgenommen. Das ESI-MS zeigte zwei der + Summenformel C32H40O17 entsprechenden Signale für die Quasimolekülionen [M+H] (m/z 697) und [M+Na]+ (m/z 719).

60 ______

Tab. 3.4.: 1H- und 13C-NMR-Daten der Verbindung E. 1H-NMR 13C-NMR

(Aceton-d6) (Aceton-d6) 1 5.08 d 94.79 J1, 9 = 10 3 6.39 dd 141.89 J3, 4 = 6 J3, 5 = 1.5 4 5.06 dd 103.22 J4, 3 = 6 J4, 5 = 4.5 5 2.42 ddt 36.81 J5, 3 = 1.5 J5, 4 = 4.5 J = 6.5 6 4.01 dd 84.16 J6, 5 = 8 J6, 7 = 1 7 3.65 br s 58.56

8 66.09 9 2.49 dd 43.16 J9, 1 = 10 J9, 5 = 8 10A 3.75 d 61.40 J10A, 10B = 13 10B 4.05 d J10B, 10A = 13 1’ 4.83 d 99.55 J1’, 2’ = 8 2’ 3.29 dd 74.75 J2’, 1’ = 8 J2’, 3’ = 9 3’ 3.45 t 77.63 J = 9 4’ 3.35-3.40a 71.49 5’ 3.35-3.40a 78.12 6’A 3.64 dd 62.84 J6’A, 6’B = 12 J6’A, 5’ = 6 6’B 3.84 dd J6’B, 6’A = 12 J6’B, 5’ = 2 1’’ 5.07 br s 97.38 2’’ 5.21 dd 73.37 J2’’, 1’’ = 1.5 J2’’, 3’’ = 3.5 61 ______

Fortsetzung Tab. 3.4. 3’’ 4.10 dd 68.14 J3’’, 2’’ = 3.5 J3’’, 4’’ = 10 4’’ 5.00 t 74.95 J = 9.5 5’’ 3.88 dq 67.66 J5’’, 4’’ = 9.5 J5’’, 6’’ = 6.5 6’’ (3H) 1.16 d 17.86 J6’’, 5’’ = 6.5 1’’’ 129.92 2’’’,6’’’ 7.59 db 131.54 J = 10 3’’’,5’’’ 6.90 db 116.72 J = 10 4’’’ 160.73 a 6.44 d 115.19 Ja, b = 16 b 7.66 d 146.28 Jb, a = 16 C=O 167.09 CH3 (3H) 2.05 s 20.95 C=O 170.71

a Signale überlagern sich b Protonen eines AA’BB’-Systems, Signale nach Regeln erster Ordnung interpretiert

Isolierung und Charakterisierung der Verbindung D Die Fraktion II.8.4.7. enthielt als Hauptkomponenten ein Iridoid und ein Flavonoid, was aus DC- und HPLC-Trennversuchen abgeleitet werden konnte. Das Flavonoid konnte nicht mittels VLC über MCI-Gel abgetrennt werden. Die Aufreinigung der Fraktion II.8.4.7. erfolgte daher mit MPLC über RP-18-Material. Das Iridoid wurde wieder unter Vorkehrungen aufgearbeitet, die Umlagerungen minimierten. Auf Entfernen des organischen Lösungsmittels im Vakuum wurde verzichtet, die iridoidhaltige Fraktion (II.8.4.7.4.) wurde noch während der Elution mit

Wasser verdünnt und mit flüssigem Stickstoff eingefroren. Es wurde kein D2O-Austausch durchgeführt, die NMR-spektroskopischen Untersuchungen erfolgten mit Aceton-d6 als Lösungsmittel. Das 1H-NMR- und das 13C-NMR-Spektrum lieferten Signale für ein Rhamnopyranosylcatalpolgrundgerüst, einen para-substituierten Aromaten, eine trans- Doppelbindung, eine Carbonylgruppe und eine Methoxygruppe. Das Signal vom H-2’’ des Rhamnopyranosylcatalpols (5.17 ppm) war gegenüber der unsubstituierten Verbindung ins 62 ______

Tieffeld verschoben. Aus dem HMBC konnte entnommen werden, daß in Position 2’’ ein Zimtsäurederivat gebunden war: zwischen H-2’’ und Carbonyl-C, zwischen Carbonyl-C und den olefinischen Protonen und zwischen diesen wiederum und C-1 des Aromaten gab es jeweils Kopplungssignale. Die Methoxygruppe war am C-4 der Zimtsäure gebunden, da das HMBC ein Kopplungssignal zwischen den Protonen der Methylgruppe und dem C-4 des Aromaten zeigte. Bei Verbindung D handelt es sich also um das bereits in Gmelina phillipensis (Helfrich et al., 2000) gefundene 6-O-a-L-(2’’-O-trans-p-Methoxycinnamoyl)rhamno- pyranosylcatalpol.

Tab. 3.5.: 1H- und 13C-NMR-Daten der Verbindung D im Vergleich mit Literaturdaten. 1H-NMR 13C-NMR eigene Daten Helfrich (2000) Otsuka eigene Daten Helfrich Otsuka (1990) (2000) (1990)

Aceton-d6 CD3OD CD3OD Aceton-d6 CD3OD CD3OD 1 5.08 d 5.07 d 94.80 95.16 95.2 J1, 9 = 9.5 J1, 9 = 10 3 6.38 dd 6.38 dd 6.34 br d 141.77 142.30 142.3 J3, 4 = 6 J3, 4 = 6 J3, 4 = 6 J3, 5 = 2 J3, 5 = 2 4 5.07 dd 5.11 dd 103.41 103.44 103.4 J4, 3 = 6 J4, 3 = 6 J4, 5 = 4.5 J4, 5 = 5 5 2.40 ddt 2.44 m 2.5 m 36.86 37.28 37.2 J5, 3 = 2 J5, 4 = 4.5 J = 8.5 6 4.00 dd 4.02 dd 83.68 84.32 84.4 J6, 5 = 8 J6, 5 = 8 J6, 7 = 1 J6, 7 = 2 7 3.62 d 3.64 br s 58.52 59.46 59.5 J7, 6 = 0.5 8 66.07 66.53 66.5 9 2.48 dd 2.56 dd 2.5 m 43.16 43.29 43.3 J9, 1 = 10 J9, 1 = 10 J9, 5 = 8 J9, 5 = 8 10A 3.73 d 3.79 d 61.46 61.49 61.5 J10A, 10B = 13 J10A, 10B = 13 10B 4.05 d 4.15 d J10B, 10A = 13 J10B, 10A = 13 1’ 4.83 d 4.76 d 99.55 99.72 99.7 J1’, 2’ = 8 J1’, 2’ = 8 63 ______

Fortsetzung Tab. 3.5. 2’ 3.29 br t 3.25 dd 74.77 74.85 74.8 J = 8.5 J2’, 1’ = 8 J2’, 3’ = 9 3’ 3.45 t 3.39 t 77.64 77.70 78.6 J = 9 J = 9 4’ 3.34-3.40a 3.24 dd 71.51 71.81 71.7 J4’, 3’ = 10 J4’, 5’ = 8 5’ 3.34-3.40a 3.30 m 78.12 78.66 77.7 6’A 3.64 br d 3.62 dd 62.87 62.97 62.9 J = 12 J6’A, 6’B = 12 J6’A, 5’ = 6 6’B 3.84 br d 3.91 dd J = 12 J6’B, 6’A = 12 J6’B, 5’ = 2 1’’ 5.02 d 5.02 d 97.44 97.73 97.8 J1’’, 2’’ = 1.5 J1’’, 2’’ = 2 2’’ 5.17 dd 5.14 dd 73.48 74.22 74.2 J2’’, 1’’ = 2 J2’’, 1’’ = 2 J2’’, 3’’ = 4 J2’’, 3’’ = 3 3’’ 3.91 dd 3.92 dd 70.57 70.51 70.5 J3’’, 2’’ = 3.5 J3’’, 2’’ = 3 J3’’, 4’’ = 9.5 J3’’, 4’’ = 9 4’’ 3.52 t 3.48 t 73.99 74.26 74.2 J = 9.5 J = 9 5’’ 3.74 dq 3.73 m 69.91 70.30 70.3 J5’’, 4’’ = 9.5 J5’’, 6’’ = 6.5 6’’ (3H) 1.16 d 1.30 d 1.15 d 18.10 18.03 18.0 J6’’, 5’’ = 6.5 J6’’, 5’’ = 6 J6’’, 5’’ = 6 1’’’ 127.92 128.35 128.3 2’’’,6’’’ 7.65 db 7.57 7.53 d 130.84 131.05 131.1 J = 9 J = 9 3’’’,5’’’ 6.99 db 6.96 6.92 d 115.24 115.45 115.5 J = 9 J = 9 4’’’ 162.63 163.29 163.2 a 6.43 d 6.44 d 6.41 d 116.21 115.89 115.9 Ja, b = 16 Ja, b = 16 Ja, b = 16 b 7.67 d 7.69 d 7.70 d 145.62 146.78 146.7 Jb, a = 16 Jb, a = 16 Jb, a = 16 C=O 166.98 168.49 168.5 OCH3 (3H) 3.85 s 3.82 s 3.85 s 55.76 55.76 55.9 a Signale überlagern sich b Protonen eines AA’BB’-Systems, Signale nach Regeln erster Ordnung interpretiert

64 ______

3.1.4. Iridoide aus Tinnea-Arten

3.1.4.1. Tinnea aethiopica

Isolierung der Iridoidglucoside

Für die ethanolische Extraktion wurden die in Tanzania gesammelten, luftgetrockneten oberirdischen Teile von Tinnea aethiopica verwendet. Der Rohektrakt wurde eingeengt und von lipophilen Inhaltsstoffen durch Ausschütteln mit Chloroform befreit. Der hydrophile Extrakt wurde anschließend in offener Säulenchromatographie über Kieselgel getrennt. Es wurden 12 Fraktionen erhalten. Diese wurden dünnschichtchromatographisch über Kieselgel und RP-18 untersucht. Dabei wurden Hinweise auf das Vorliegen von Catalpol oder Catalpolderivaten in den Fraktionen T.3., T.6., T.7. und T.8. erhalten (braun-violette Flecken). Über GC-MS und GC-Additionsanalysen konnte Catalpol in den Fraktionen T.6. - T.8. nachgewiesen werden. Die Fraktion T.3. wurde über MLCCC im NEM weiter aufgetrennt. Das in der Fraktion T.3.6. angereicherte Catalpolderivat wurde anschließend mittels MPLC über RP-18-Material rein isoliert und mit NMR-spektroskopischen Methoden als Speciosid identifiziert. Die Fraktion T.3.5. wurde ebenfalls über MPLC weiter aufgetrennt. Neben einer geringen Menge Speciosid konnten dabei zwei Stilbene isoliert werden, von denen das eine als Pinosylvin-3-b-D- glucosid charakterisiert wurde. GC-MS-Untersuchungen der Fraktion T.10. ergaben Hinweise auf das Vorliegen eines weiteren Iridoids. Mittels offener Säulenchromatographie über Sephadex LH-20 wurde das Iridoid in Fraktion T.10.2. angereichert. In DC-Trennversuchen auf RP-18-Platten zeigte sich, daß ein Teil des Iridoids zusammen mit weiteren Substanzen mit der Fließmittelfront läuft, während der andere Teil an der Startposition verbleibt. Dieses Verhalten spricht für das Vorliegen einer Iridoidsäure, die dissoziiert große Affinität zum polaren Fließmittel aufweist, dagegen als freie Säure nur eine geringe Wechselwirkung mit dem Fließmittel eingeht. Aus der Farbintensität der Flecken konnte geschlossen werden, daß der Hauptanteil des Iridoids als freie Säure vorlag. Um diese von den begleitenden polaren Substanzen, vor allem Oligosacchariden, abzutrennen, wurde die Fraktion T.10.2. mit MPLC über RP-18-Material getrennt. Das in geringerer Konzentration vorliegende dissoziierte Iridoid wurde dabei zusammen mit den Oligosacchariden eluiert, die freie Säure konnte dagegen als Fraktion T.10.2.7. abgetrennt werden. Eine offene Säulenchromatographie über Sephadex LH-20 65 ______führte dann zum reinen Iridoid. Die Struktur wurde über 1H-NMR, 13C-NMR und MS als Mussaenosidsäure ermittelt.

Tinnea aethiopica 100 g Kraut, luftgetrocknet

Extraktion mit EtOH 98, 96, 70%; Ausschütteln mit CHCl 3

Hydrophiler Extrakt 22,5 g

SC: Kieselgel DMW = 70:30:3 ® 50:50:5

T.2-5. T.6. T.7. T.8. T.10. 0,8 g 0,3 g 3,0 g 0,75 g 1,7 g

MLCCC GC-MS SC: Sephadex LH-20 NEM GC-Add. MeOH

Catalpol T.10.2 284 mg

T.3.5. T.3.6. 48 mg 133 mg MPLC: RP-18 H2O MPLC: MPLC: RP-18; RP-18; MeOH-Spülfraktion LM-0.9 LM-0.9

T.10.2.7. T.3.5.9 T.3.6.3 80 mg 2 mg 11 mg Pinosylvin-3-O-b- Speciosid SC: Sephadex LH-20 D-glucopyranosid MeOH

T.10.2.7.3. 31 mg Mussaenosidsäure

Abb. 3.10.: Isolierungsschema von Tinnea aethiopica.

66 ______

OH 4'' 5'' 3''

6'' 2'' 1'' b a

O O HO 6 H 4 H 3 7 5 9 O O O O 8 H 1 OH H OH 2' 3' 4' HO 10 O HO HO O HO OH OH O O 6' 1' 5' OH OH Speciosid Catalpol

11 OH COOH HO H 4 1'' O 6 HO O 5 3 3 7 HO 4 2 9 O 8 5 1 a' 2' 1 OH 1' HO H HO 3' CH3 O HO OH 6 a 10 O 1' OH 6' 4' 5' Mussaenosidsäure Pinosylvin-3-O- b-D-glucosid Abb. 3.11.: Inhaltsstoffe von Tinnea aethiopica.

Identifizierung der Verbindungen

Speciosid Im 1H-NMR-Spektrum waren Signale für ein Iridoidglucosid erkennbar. Neben den Signalen für b-D-Glucopyranose wies das Spektrum 9 Signale auf, die dem Aglykon zugeordnet werden konnten. Das H-3-Signal bei 6.36 ppm liegt als Doppeldublett mit J=2 und 6 Hz vor. Die mit diesem Proton koppelnden Protonen befinden sich an den Positionen 4 und 5. Über das 1H-1H-COSY- Spektrum konnten H-4 und H-5 leicht zugeordnet werden: H-4 liegt bei 4.98 ppm (dd, J=4.5;

6 Hz) und H-5 bei 2.58 ppm (ddt; J=2; 4.5; 8 Hz). Die Kopplungskonstante J3-4=6 Hz ist dabei charakteristisch für vicinale Protonen an einer enolischen cis-Doppelbindung. H-5 koppelt weiterhin mit einem Signal bei 2.62 ppm (J=8 Hz) und einem bei 5.02 ppm (J=8 Hz). Das 67 ______

Signal bei 5.02 ppm liegt als Doppeldublett mit J=8 und 1 Hz vor, das zugehörige Proton hat also noch einen weiteren Nachbarn. Dieses benachbarte Proton hat eine chemische Verschiebung von 3.69 ppm (d, J=1 Hz) und besitzt selbst keinen weiteren Nachbarn. Die Signale bei 5.02 und 3.69 ppm konnten H-6 und H-7 zugeordnet werden. Das weitere mit H-5 koppelnde Signal bei 2.62 ppm liegt als Triplett mit J=8 Hz vor. Dieses Signal entspricht H-9, welches bei 5.16 ppm einen zweiten Kopplungspartner hat. Bei diesem handelt es sich aufgrund der chemischen Verschiebung um H-1. Da weder H-7 noch H-9 einen weiteren Kopplungspartner haben, kann an C-8 kein Proton gebunden sein. Weiterhin waren bei 3.83 und 4.16 ppm Signale für zwei geminale Protonen erkennbar (J=12 Hz). Diese sind H-10A und H-10B zuzuordnen. Entsprechend der chemischen Verschiebung der Signale müssen alle Protonen außer H-5 und H-9 in ihrer Nachbarschaft elektronenziehende Substituenten (Sauerstoff-Funktionen) haben und/oder an Doppelbindungen stehen. Aus dem 13C-NMR-Spektrum konnten für das Iridoid- Aglykon zwei olefinische C-Atome abgeleitet werden. Bei diesen handelt es sich um C-3 und C-4. An C-6, C-7, C-8, C-9 und C-10 müssen demnach Sauerstoff-Funktionen gebunden sein. Vorliegende Daten sind gut mit der Struktur von Catalpol vereinbar. Gegenüber unsubstituiertem Catalpol ist H-6 jedoch tieffeldverschoben. Die OH-Gruppe an C-6 muß demnach substituiert sein. Aus den weiteren Signalen des 1H-NMR- und des 13C-NMR- Spektrums konnte auf einen trans-p-Coumaroyl-Rest als Substituenten an O-6 geschlossen werden. Neben den Signalen für einen para-substituierten Aromaten zeigte das 1H-NMR- Spektrum 2 Signale für eine trans-Doppelbindung (J=16 Hz). Im 13C-NMR-Spektrum war bei 169.1 ppm das Carbonyl-C-Atom erkennbar. 6-O-trans-p-Coumaroylcatalpol ist als Speciosid bekannt und bereits aus verschiedenen Arten der Bignoniaceae isoliert worden (Compadre et al., 1982; El-Naggar & Doskotch, 1980; Iwagawa et al., 1990). Vorliegende NMR-Daten wurden mit den Literatur-Daten verglichen, um das Vorliegen von Speciosid zu prüfen. Die Daten zeigen eine hohe Übereinstimmung. Allein der Wert der chemischen Verschiebung vom Carbonyl-C-Atom weicht zu beiden Literaturangaben stark ab. Es wurden daher noch weitere 13C-NMR-Daten von acylierten Iridoiden zum Vergleich herangezogen. In der Übersichtsarbeit von Chaudhuri et al. (1979) 13 wurden die C-NMR-Werte verschiedener Iridoide in CD3OD vorgestellt. Die Carbonyl-C- Atome von substituierten trans-Cinnamoyl-Gruppen hatten darin eine chemische Verschiebung im Bereich von 168.13 bis 169.03 ppm. Die Literaturwerte für Speciosid (166.5 und 161.8 ppm) fallen nicht in diesen Bereich, wohl aber der gemessene Wert der isolierten Verbindung (169.1 ppm). 68 ______

Es handelt sich bei der isolierten Verbindung also um Speciosid. Die 13C-NMR-Daten stimmen mit Ausnahme des Wertes für das Carbonyl-C-Atom mit den Literaturdaten für Speciosid überein. Der Vergleich mit weiteren substituierten Cinnamoylgruppen legt jedoch nahe, daß die chemische Verschiebung des Carbonyl-C-Atoms von Speciosid in der Literatur falsch angegeben wurde (insbesondere bei El-Naggar & Doskotch, 1980).

Tab. 3.6.: 1H- und 13C-NMR-Daten von Speciosid im Vergleich mit Literaturdaten. 1H-NMR 13C-NMR eigene Daten El-Naggar eigene El-Naggar Compadre (1980) Daten (1980) (1982)

CD3OD CD3OD CD3OD CD3OD CD3OD 1 5.16 d 95.1 95.2 93.1 J1-9=9 3 6.36 dd 6.37 d 142.4 142.4 141.1 J3-4=6 J=6 J3-5=2 4 4.98 dd 103.0 103.0 101.8 J4-3=6 J4-5=4.5 5 2.58 ddt 2.55-2.80 m 36.8 36.8 35.2 J5-3=2 J5-4=4.5 J5-6=8 J5-9=8 6 5.02 dd 81.3 81.4 79.3 J6-5=8 J6-7=1 7 3.69 d 60.3 60.3 58.3 J7-6=1 8 66.8 66.9 65.8 9 2.62 t 2.55-2.80 m 43.2 43.3 42.0 J9-5=8 J9-1=8 10A 3.83 d 61.3 61.3 58.7 J10A-10B=13 10B 4.16 d J10B-10A=13 69 ______

Fortsetzung Tab. 3.6. 1’ 4.78 d 99.7 99.9 97.9 J1’-2’=8 2’ 3.23-3.28 m1 74.9 74.9 73.5 3’ 3.40 t 78.7 78.7 77.4 J3’-2’=9 J3’-4’=9 4’ 3.23-3.28 m1 71.8 71.8 70.3 5’ 3.31-3.35 m 77.7 77.8 76.5 6’A 3.64 dd 63.0 63.0 61.5 J6’A-5’=6 J6’A-6’B=12 6’B 3.92 dd J6’B-5’=2 J6’B-6’A=12 C=O 169.1 161.82 166.5 a 6.36 d 6.35 d 147.4 147.3 145.6 Ja-b=16 J=16 b 7.66 d 7.20 d 114.1 114.5 113.6 Jb-a=12 J=16 1’’ 126.5 136.82 125.0 2’’, 6’’ 7.46 d* 7.50 d 131.4 131.3 130.5 J=9 J=9 3’’, 5’’ 6.79 d* 6.82 d 117.2 117.0 115.8 J=9 J=9 4’’ 162.6 161.7 159.9

1 Signale liegen übereinander 2 Angaben wahrscheinlich fehlerhaft * Protonen eines AA’BB’-Systems, Signale nach Regeln 1. Ordnung interpretiert

Mussaenosidsäure Im 1H-Spektrum waren neben den Signalen für eine b-D-Glucose acht weitere Signale zu erkennen, die elf Protonen zugeordnet werden konnten. Dabei entsprach ein Singulett bei 1.31 ppm einer Methylgruppe (3H), und ein Multiplett bei 1.66 bis 1.72 ppm einer Methylengruppe (2H). Im hohen Feld lagen weiterhin 3 Multipletts bei 1.45, 2.27 und 3.15 ppm sowie ein Doppeldublett (J=4; 10 Hz) bei 2.21 ppm. In tieferem Feld und deswegen in Nachbarschaft zu elektronenziehenden Substituenten (z. B. OH-Gruppen) und/oder an Doppelbindungen lagen ein Dublett (J=5 Hz) bei 5.43 ppm und ein Singulett bei 7.30 ppm. Aus dem 13C-NMR konnte das Vorliegen einer Carboxylgruppe abgeleitet werden (Signal bei 169.33 ppm). Alle Signale ließen sich einem Iridoidglucosid zuordnen. 70 ______

Das H-3 erscheint als Singulett bei 7.30 ppm. Da es sich um ein Singulett handelt, kann sich an Position 4 kein weiteres Proton befinden. Statt dessen muß hier die Carboxylgruppe stehen, welche die Tieffeldverschiebung von H-3 bedingt. Das zweite Signal in tiefem Feld bei 5.43 ppm muß von H-1 stammen, da zwei O-Funktionen benachbart sind. Es handelt sich dabei um ein Dublett (J=4.5 Hz). An Position 9 muß sich demnach ein H-Atom befinden. Aus dem 1H-1H-COSY konnte ein Kopplungssignal zu dem Doppeldublett bei 2.21 ppm (J= 4.5; 9 Hz) entnommen werden. Dieses entspricht dem H-9. Mit der Kopplungskonstante 9 Hz koppelt H-9 mit einem weiteren Proton bei 3.15 ppm. Bei diesem muß es sich um ein Proton entweder an C-5 oder C-8 handeln. Es koppelt wiederum mit den Protonen mit den Signalen bei 1.47 und 2.27 ppm, die untereinander mit J=13.5 Hz koppeln. Das spricht für zwei geminale Protonen, die sich in magnetisch unterschiedlicher Umgebung befinden. Beide koppeln außerdem mit den beiden Protonen der Methylengruppe im Bereich 1.66 bis 1.72 ppm. Als weiteres Strukturmerkmal weist das Iridoid eine Methylgruppe auf. Diese Methylgruppe befindet sich am C-8. Da die Methylgruppe als Singulett erscheint, kann an C-8 kein Proton gebunden sein. Bei dem mit H-9 koppelnden Proton handelt es sich demnach um H-5. Die Signale bei 1.47 und 2.27 ppm gehören somit zu H-6A und H-6B, das Multiplett im Bereich von 1.66 - 1.72 ppm zu H-7A und B. Alle Signale des 1H-NMR-Spektrums sind nun zugeordnet, C-8 weist aber noch eine freie Bindungsstelle auf. Ist hier eine Hydroxyl-Gruppe gebunden, handelt es sich bei dem Iridoid um Mussaenosidsäure. Mussaenosidsäure ist erstmals 1984 von Damtoft et al. in Melampyrum arvense beschrieben worden. Die dort angeführten NMR-Daten sind in D2O aufgenommen worden. Von 13 vorliegender Verbindung liegen Daten in CD3OD und D2O vor. Der Vergleich der C-Daten in D2O ergab eine sehr gute Übereinstimmung mit den Literaturdaten. Bei der isolierten Verbindung handelt es sich demnach um Mussaenosidsäure.

71 ______

Tab. 3.7.: 1H- und 13C-NMR-Daten von Mussaenosidsäure im Vergleich mit Literaturdaten. 1H-NMR 13C-NMR eigene Daten Damtoft et al. eigene Daten eigene Daten Damtoft et al. (1984) (1984)

CD3OD D2O CD3OD D2O D2O 1 7.43 d 5.55 95.12 94.85 95.2 J1-9=4.5 d (3) 3 7.30 s 7.44 s 150.62 150.13 152.2 4 -1 115.01 113.0 5 3.15 m 32.34 30.80 30.4 6A 1.47 m 30.73 29.82 29.6 6B 2.27 m 7 (2H) 1.66-1.72 m 40.93 40.60 40.3 8 80.55 80.24 80.4 9 7.21 dd 7.32 dd 52.52 51.62 51.4 J9-1=4.5 J=3 J9-5=10 J=10 10 (3H) 1.31 s 1.32 s 24.68 23.93 23.8 11 169.33 172.21 171.6 1’ 7.66 d 99.80 99.22 99.1 J1’-2’=8 2’ 7.18 dd 74.79 73.57 73.4 J2’-1’=8 J2’-3’=10 3’ 7.36 t 78.01 76.52 76.4 J3’-2’=9 J3’-4’=9 4’ 7.24 dd 71.75 70.50 70.4 J4’-3’=9 J4’-5’=10 5’ 3.30 m 78.36 77.13 77.0 6’A 7.63 dd 62.96 61.70 61.5 J6’A-5’=6 J6’A-6’B=12 6’B 7.88 dd J6’B-5’=2 J6’B-6’A=12

1 Signal nicht zu sehen, Probe zu schwach konzentriert

72 ______

Pinosylvin-3-O-b-D-glucopyranosid Im 1H-NMR-Spektrum waren acht aromatische Protonen erkennbar. Drei davon gehören zu einem Phenylrest, der in den Positionen 3 und 5 substituiert ist, die anderen fünf gehören zu einem unsubstituierten Phenylrest. Die beiden Aromaten sind über eine trans-Doppelbindung miteinander verbunden (7.03 ppm, d, J=16 Hz und 7.10 ppm, d, J=16 Hz). Zusätzlich zu dem Stilbengrundgerüst zeigte das Spektrum Signale für eine b-D-Glucose. Diese ist glykosidisch mit dem Stilben verknüpft. In meta-Stellung zur Glucose trägt der Aromat eine OH-Gruppe. Es handelt sich bei dem Stilben um Pinosylvin-3-O-b-D-glucopyranosid, welches erstmals von Miyaichi et al. (1988) aus Scutellaria scandens isoliert wurde. Im Vergleich mit den Literaturdaten fällt auf, daß nicht immer die gleichen Differenzen zwischen den entsprechenden Werten auftreten. In den kritischen Werten (H-2, H-4, H-6) stimmt die isolierte Verbindung jedoch gut mit Piceid überein. Piceid unterscheidet sich von Pinosylvin- 3-O-b-D-glucosid nur durch eine zusätzliche Hydroxylgruppe am C-4’. Bei der isolierten Verbindung handelt es sich demnach sehr wahrscheinlich um Pinosylvin-3-O-b-D- glucopyranosid. Die 13C-NMR-Daten würden endgültige Sicherheit geben. Auf die Aufnahme wurde aber verzichtet, da zum einen nur eine geringe Substanzmenge vorlag (2 mg) und zum anderen in dieser Arbeit die Identifizierung von Iridoiden im Vordergrund stand.

73 ______

Tab. 3.8.: 1H-NMR-Daten von Pinosylvin-3-O-b-D-glucopyranosid im Vergleich zu Literaturdaten.

1H-NMR Pinosylvin-3-O-b-D-glucopyranosid Piceid eigene Daten Miyaichi et al. (1988) Teguo et al. (1996)

CD3OD CD3OD CD3OD 2 6.65 t 6.67 br s 6.61 br s J2-4=2 J2-6=2 4 6.48 t 6.43 br t 6.44 br s J4-2=2 J=1.7 J4-6=2 6 6.82 t 6.84 br s 6.78 br s J6-2=2 J6-4=2 a 7.03 d 7.15 s 6.84 d Ja’-a=16 J=16.3 a’ 7.10 d 7.15 s 7.00 Ja-a’=16 J=16.3 2’, 6’ 7.52 dd* 7.25-7.64 m 7.35 d J=7 J=8.5 J=1 3’, 5’ 7.32 t* 7.25-7.64 m 6.76 d J=7 J=8.5 4’ 7.2 tt* 7.25-7.64 m J=1 J=7 1’’ 4.89 d 4.86 d 4.88 d J1’’-2’’=7 J=6.4 J=7.1 2’’ 3.42-3.49 m1 3.0-4.0 m 3.38-3.48 3’’ 3.37 dd 3.0-4.0 m 3.38-3.48 J=8 J=9 4’’ 3.42-3.49 m1 3.0-4.0 m 3.38-3.48 5’’ 3.42-3.49 m1 3.0-4.0 m 3.38-3.48 6’’A 3.70 dd 3.0-4.0 m 3.70 dd J6’’A-5’’=6 J=5.8 J6’’A-6’’B=12 J=12 6’’B 3.92 dd 3.0-4.0 m 3.92 dd J6’’B-5’’=2 J=1.5 J6’’B-6’’A=12 J=12

* Protonen eines AA’BB’C-Systems, Signale nach Regeln 1. Ordnung interpretiert 1 Signale liegen übereinander 74 ______

3.1.4.2. Tinnea vesiculosa

Isolierung der Iridoide

Die zur Blütezeit in Tanzania gesammelten und luftgetrockneten oberirdischen Teile von Tinnea vesiculosa wurden mit Ethanol extrahiert. Der Extrakt wurde durch Ausschütteln mit Chloroform von lipophilen Inhaltsstoffen befreit und anschließend in offener Säulenchromatographie über Kieselgel aufgetrennt. Die Fraktionen wurden über DC und GC auf Iridoidführung untersucht. Das Dünnschichtchromatogramm der Fraktion TV.3. zeigte einen Fleck, der in Färbung und

Rf-Wert Speciosid entsprach. Auch im Gaschromatogramm war ein Peak mit der Retentionszeit von Speciosid detektierbar. Der endgültige Nachweis erfolgte dann über eine HPLC-Additionsanalyse mit der aus Tinnea aethiopica isolierten authentischen Verbindung. In der Fraktion TV.5. war ein weiteres Iridoid enthalten, welches im Dünnschichtchromatogramm eine für Catalpol und Catalpolderivate typische braun-violette Färbung zeigte. Die Verbindung wurde über Sephadex LH-20, RP-18 und MCI-Gel isoliert und mittels NMR-Spektroskopie als Verminosid identifiziert. Die Fraktionen TV.7., TV.8. und TV.9. enthielten Catalpol, welches über GC-MS und GC- Additionsanalysen nachgewiesen wurde.

O 2'' b R 3'' 1'' a O HO 6 H 4 H 6'' 3 4'' 5 HO 5'' 7 9 O O O 8 O H 1 OH H OH 2' 3' 4' HO 10 O HO OH HO O HO OH O 6' O 1' 5' OH OH R=H Speciosid Catalpol R=OH Verminosid

Abb. 3.12.: Inhaltsstoffe von Tinnea vesiculosa. 75 ______

Tinnea vesiculosa 100 g Kraut, luftgetrocknet

Extraktion mit EtOH 96, 90, 70%; Ausschütteln mit CHCl 3

Hydrophiler Extrakt 11,5 g

SC: Kieselgel DMW = 70:30:3 ® MeOH 100%

TV.3. TV.5. TV.7. TV.8. TV.9. 80,4 mg 222,8 mg 207,6 mg 81,2 mg 212,4 mg

DC SC: GC Sephadex LH-20

HPLC-Add. MeOH GC-MS GC-Add.

Speciosid TV.5.4. Catalpol 68,4 mg

VLC: RP-18; H2O-MeOH

50 % 10 ml

TV.5.4.4. 17,3 mg VLC: MCI-gel; H2O-MeOH

60 % 5 ml

TV.5.4.4.5 9,7 mg Verminosid

Abb. 3.13.: Isolierungsschema von Tinnea vesiculosa.

76 ______

Identifizierung der Iridoide

Verminosid Das 1H-NMR-Spektrum zeigte Signale für ein am C-6 substituiertes Catalpol, für drei aromatische Protonen an einem Benzolring sowie für zwei vicinale Protonen an einer trans- Doppelbindung. Der Benzolring ist aufgrund des Aufspaltungsmusters der aromatischen Protonen (o- und m-Kopplung) in den Positionen 1,2 und 4 substituiert. Im 13C-NMR- Spektrum war neben den Signalen für Catalpol, den Aromaten und die Doppelbindung ein Signal bei 169.0 ppm vorhanden, das einem Carboxyl-C-Atom zugeordnet werden konnte. Die Strukturelemente deuten auf Verminosid, ein am O-6 mit Kaffeesäure verestertes Catalpol. Diese Verbindung ist von Sticher & Afifi-Yasar (1979) aus Veronica officinalis isoliert worden. Ein Vergleich der NMR-Daten mit den Literaturwerten bestätigt das Vorliegen von Verminosid. Das von vorliegender Verbindung aufgenommene HMQC ermöglichte die Zuordnung zwischen 13C- und 1H-NMR-Signalen. Dabei konnten auch die 13C-Werte für C-3’ und C-5’ eindeutig zugeordnet werden, was in der Literatur (Chaudhuri et al., 1980) noch ausstand.

Tab. 3.9.: 1H- und 13C-NMR-Daten von Verminosid im Vergleich mit Literaturdaten. Verminosid 1H-NMR 13C-NMR eigene Daten Sticher & eigene Daten Chaudhuri Afifi-Yasar et al. (1979) (1980)

CD3OD CD3OD CD3OD CD3OD 1 5.16 d 5.13 d 95.08 95.06 J1-9=9 J=9 3 6.36 dd 6.34 d 142.39 142.09 J3-4=6 J=5 J3-5=2 4 4.98 dd 102.96 102.91 J4-3=6 J4-5=4.5 5 2.58 ddt 2.50-2.70 m 36.77 36.51 J5-3=2 J5-4=4.5 J5-6=7.5 J5-9=7.5 77 ______

Fortsetzung Tab. 3.9. 6 5.02 dd 81.30 80.98 J6-5=8 J6-7=1 7 3.69 d 3.69 s 60.28 60.21 J7-6=1 8 66.82 66.72 9 2.62 t 2.50-2.70 m 43.21 42.90 J9-5=8 J9-1=8 10A 3.82 d 3.82 d 61.32 61.17 J10A-10B=13 J=13 10B 4.16 d 4.17 d J10B-10A=13 J=13 1’ 4.78 d 99.71 99.55 J1’-2’=8 2’ 3.26 dd 74.88 74.55 J2’-1’=8 J2’-3’=9 3’ 3.40 dd 77.73 77.341 J3’-2’=9 J3’-4’=8.5 4’ 3.25 dd 71.81 71.36 J4’-3’=8.5 J4’-5’=9.5 5’ 3.30-3.35 m 78.69 78.081 6’A 3.64 dd 62.96 62.67 J6’A-5’=6.5 J6’A-6’B=12 6’B 3.92 dd J6’B-5’=2 J6’B-6’A=12 C=O 169.01 168.80 a 7.59 d 7.59 d 147.74 147.50 Jb-a=16 J=16 b 6.30 d 6.28 d 114.23 114.40 Ja-b=16 J=16 1’’ 127.33 127.40 2’’ 7.05 d 6.74-7.08 m 115.01 115.29 J2’’-6’’=2 3’’ 147.11 146.37 4’’ -2 149.33 5’’ 6.77 d 6.74-7.08 m 116.56 116.49 J5’’-6’’=8 6’’ 6.95 dd 6.74-7.08 m 123.23 123.19 J6’’-2’’=2 J6’’-5’’=8 1 Signale wurden ausgetauscht 2 kein Signal detektierbar, Probe lag in zu geringer Konzentration vor 78 ______

3.1.4.3. Tinnea zambesiaca

Das zur Blütezeit geerntete und gefriergetrocknete Kraut von Tinnea zembesiaca wurde mit Ethanol extrahiert. Der Extrakt wurde eingeengt und mit Chloroform ausgeschüttelt, um lipophile Inhaltsstoffe zu entfernen. Die wäßrige Phase wurde über Kieselgel in 12 Fraktionen aufgetrennt. In keiner der Fraktionen konnten über DC und GC Hinweise auf das Vorliegen von Iridoiden gewonnen werden. Dennoch wurden die Fraktionen TZ.6., TZ.7.-9. und TZ.10. weiter aufgearbeitet. Ziel war es, die vielleicht doch in Spuren vorhandenen Iridoide (insbesondere Catalpol) über verschiedene Trennmaterialien (Sephadex LH-20, RP-18, MCI) anzureichern. Die Subfraktionen wurden jeweils über DC und GC auf Iridoidführung untersucht. Auch nach vier Trennungsschritten lagen weiterhin keine Hinweise auf Iridoide vor. Somit bestätigte sich das Ergebnis der Arbeit von Schmidt, E.-M. (1996), die in Tinnea zambesiaca ebenfalls keine Iridoide nachweisen konnte. Bei der Aufarbeitung der Pflanze wurden allerdings verschiedene phenolische Glykoside isoliert, deren Strukturen nicht genauer charakterisiert wurden.

79 ______

3.1.5. Iridoide aus Scutellaria galericulata

Isolierung der Iridoide

Für die Extraktion wurde gefriergetrocknetes Kraut verwendet, welches zur Blütezeit am Wildstandort gesammelt wurde. Der ethanolische Extrakt wurde nach Entfernen der lipophilen Inhaltsstoffe durch Ausschütteln mit Chloroform in offener Säulenchromatographie über Kieselgel grobfraktioniert. Über GC-MS und GC-Additionsanalysen konnten in der Fraktion SG.3. Ajugol und in der Fraktion SG.5. Aucubin, Catalpol und Harpagid nachgewiesen werden. Die Dünnschichtchromatogramme der Fraktionen SG.3. und SG.4. zeigten neben Ajugol einen weiteren rosa Fleck. Ebenso lagen aus den GC-MS-Messungen Hinweise auf das Vorhandensein eines weiteren Iridoids vor. Die Fraktionen wurden daraufhin vereinigt und über RP-18 und MCI-Gel weiter aufgereinigt. Die gesuchte Verbindung konnte rein erhalten und anhand des 1H-NMR-Spektrums als 6-Desoxyharpagid identifiziert werden. Bei der Isolierung von 6-Desoxy-harpagid wurde neben Ajugol eine weitere Verbindung abgetrennt. Dieser konnte aufgrund des 1H-NMR-Spektrums die Struktur von Salidrosid, einem Phenylethylglucosid, zugewiesen werden. Aus der Fraktion SG.10. ließ sich über Sephadex LH-20 und RP-18-Material 8-epi- Loganinsäure isolieren. Der Strukturnachweis erfolgte über GC-Additionsanalyse und Vergleich des Massenspektrums mit dem der authentischen Substanz. Für die anderen Kieselgelfraktionen lieferten die Dünnschichtchromatogramme und die GC- MS-Untersuchungen keine Hinweise auf weitere Iridoide. Der Grund dafür könnte die geringe Konzentration der Verbindungen in den Fraktionen sein. Bei einer weiteren Aufarbeitung müßten die Iridoidspuren in einer der Subfraktionen angereichert und dann detektierbar sein. Daher wurde die Fraktion SG.2. weiter aufgereinigt. In dieser Fraktion müßten die lipophileren Iridoide, also vor allem acylierte Derivate, enthalten sein. Bei der Trennung über MCI-Gel und RP-18 ließen sich aber keine Iridoide anreichern, jedoch gelang die Isolierung eines weiteren Phenylethylglykosids. Anhand des 1H-NMR-Spektrums konnte diese Verbindung als Martynosid identifiziert werden.

80 ______

Scutellaria galericulata 52 g Kraut, gefriergetrocknet

Extraktion mit EtOH 96, 96, 70%; Ausschütteln mit CHCl 3

Hydrophiler Extrakt 5,91 g

SC: Kieselgel DMW = 70:30:3 ® 50:50:5

SG.2. SG.3-4. SG.5. SG.10. 41,8 mg 249,5 mg 345,8 mg 671,6 mg

VLC: MCI-gel, VLC: RP-18, GC-MS GC-MS SC: MeOH H2O®MeOH GC-Add. GC-Add. Sephadex LH-20, 10%®100% MeOH 60% MeOH 30% MeOH 5 ml 50 ml Ajugol Aucubin Catalpol

SG.2.8. SG.3.3 Harpagid SG.10.2. 6,0 mg 65,1 mg 144,2 mg

Präp. HPLC: VLC: MCI-gel, VLC: RP-18, H2O®MeOH RP-18, LM-1,0 (8:2) H2O®MeOH

10% MeOH 20% MeOH 20% MeOH 5 ml 5 ml 50 ml

SG.2.8.2 SG.3.3.2 SG.3.3.3. SG.10.2.3 1 mg 9 mg 14,5 mg 12 mg Martynosid 8-epi-Loganinsäure

VLC: MCI-gel, VLC: MCI-gel, MeOH MeOH 0%®15% 6%®25%

6% MeOH 12% MeOH 15% MeOH 5 ml 5 ml 5 ml

SG.3.3.2.3. SG.3.3.2.5. SG.3.3.3.3. 0,5 mg 2 mg 7 mg Ajugol 6-Desoxyharpagid Salidrosid

Abb. 3.14.: Isolierungsschema von Scutellaria galericulata. 81 ______

HO HO HO HO H H H OH

O O O O O H H HO H HO H HO OGlc HO OGlc CH3 OGlc CH3 OGlc Catalpol Aucubin Ajugol Harpagid

OH COOH OH 6 4 3 H 6' 5 4' 7 5' O 9 HO b 2 O HO HO O 1 8 O 2' 1' 3 H 1 OH 3' a HO 2' 3' 4' OH CH3 O HO OH H 4 H3C 6 O 6' OGlc OH 1' 5' OH 5 6-Desoxyharpagid 8-epi-Loganinsäure Salidrosid

O OH 2''' b' 6' CH3O 3''' 1''' 4' 5' O a' O b 2 O O 1 3 OH 3' 2' 1' 6''' OH a HO 4''' 4 5''' 6 6'' 5'' OCH 1'' 5 3 HO H3C O 4'' 3'' 2'' HO Martynosid OH Abb. 3.15.: Inhaltsstoffe von Scutellaria galericulata.

Identifizierung der Verbindungen

6-Desoxyharpagid Aus dem 1H-NMR-Spektrum waren 16 Signale für insgesamt 18 Protonen zu entnehmen. Davon ließen sich sieben Signale einer b-D-Glucopyranose zuordnen. Die übrigen neun Signale für elf Protonen gehören zu einem Iridoidaglykon, dessen Substitutionsmuster sich aus der chemischen Verschiebung und dem Aufspaltungsmuster der Signale herleiten ließ. Das Signal für das enolische H-3 liegt bei 6.25 ppm und ist ein Dublett mit der Kopplungskonstante J=6.5 Hz. Kopplungspartner ist H-4, welches als Doppeldublett (J=6.5; 1.5 Hz) bei 4.97 ppm erscheint. Die Kopplungskonstante von 6.5 Hz ist dabei typisch für eine cis-konfigurierte Doppelbindung. Mit J=1.5 ppm koppelt H-4 zu einem weiteren Proton bei 2.37 ppm. Bei diesem kann es sich nicht um H-5 handeln, da zum einen die Kopplungskonstante zu klein für eine direkte Nachbarschaft ist und zum anderen keine Kopplung zu H-3 auftritt. Aus einer weiteren Kopplung mit einem Dublett, welches aufgrund der chemischen Verschiebung von 5.67 ppm dem H-1 zuzuordnen ist, kann das Signal bei 82 ______

2.37 ppm H-9 zugewiesen werden. Aufgrund der kleinen Kopplungskonstanten zu H-4 und H-1 (1 und 1.5 Hz) erscheint H-9 als breites Singulett. Da keine weitere Kopplung auftritt, kann sich am C-8 kein Proton befinden. Die Positionen C-6 und C-7 sind unsubstituiert, die dort gebundenen vier Protonen liegen zwischen 1.53 und 2.12 ppm. Da weder am C-8 noch am C-5 ein Proton gebunden ist, koppeln H-6A/B und H-7A/B nur untereinander. Die drei Protonen des verbleibenden Signals bei 1.23 ppm gehören zu C-10. Es erscheint als Singulett, da sich an C-8 kein benachbartes Proton befindet. Alle diese Strukturmerkmale weist 6-Desoxyharpagid auf. Mit dieser Struktur lassen sich auch die im Massenspektrum detektierten Signale vereinbaren. 6-Desoxyharpagid wurde von Sticher et al. bereits 1975 aus Galeopsis tetrahit isoliert. Die 1 H-NMR-Spektren sind in dieser Arbeit in D2O bei 100 MHz aufgenommen worden. Ein direkter Vergleich mit den vorliegenden, in CD3OD aufgenommenen Daten ist daher nicht möglich. Da jedoch alle in der Literatur angegebenen Signale mit etwa gleicher Verschiebungsdifferenz und den gleichen Kopplungskonstanten im vorliegenden Spektrum auftreten, handelt es sich bei der isolierten Verbindung sehr wahrscheinlich um 6- Desoxyharpagid.

Tab. 3.10.: 1H-NMR-Daten von 6-Desoxyharpagid im Vergleich mit den Literaturdaten. 1H-NMR eigene Daten Sticher et al. (1975)

CD3OD D2O 1 5.67 d 6.14 s J1-9=1 3 6.25 d 6.80 d J3-4= 6.5 J=6.4 4 4.97 dd 5.55 dd J4-3= 6.5 J=1.4 J4-9= 1.5 J=6.5 6A 2.09 ddd1 2.00-2.70 m J=8; 9; 12 6B 1.65 ddd1 2.00-2.70 m J=6; 7; 12 7A 1.79 ddd1 2.00-2.70 m J= 6; 8; 12 7B 1.56 ddd1 2.00-2.70 m J=7; 9; 12 83 ______

Fortsetzung Tab. 3.10. 9 2.37 br s 2.86 s 10 (3H) 1.23 s 1.75 s 1’ 4.56 d 5.12 d J1’-2’=8 J=8 2’ 3.19 dd 3.65-4.50 m J2’-1’=8 J2’-3’=9 3’ 3.37 t 3.65-4.50 m J3’-2’=9 J3’-4’=9 4’ 3.24-3.30 m2 3.65-4.50 m 5’ 3.24-3.30 m2 3.65-4.50 m 6’A 3.65 dd 3.65-4.50 m J6’A-5’=5.5 J6’A-6’B=12 6’B 3.88 dd 3.65-4.50 m J6’B-5’=2 J6’B-6’A=12

1 Signale sind austauschbar 2 Signale liegen übereinander

Salidrosid Das 1H-NMR-Spektrum zeigte Signale für b-D-Glucose, einen para-substituierten Benzolring und eine -CH2-CH2-Gruppe. Diese Strukturen weist die Phenylethylverbindung Salidrosid auf, die erstmals 1926 von Bridel & Beguin aus Salix triandra isoliert wurde. Inzwischen ist die Verbindung in vielen weiteren Pflanzenarten beschrieben worden. Aus dem Vergleich der vorliegenden NMR-Daten mit der Literatur wurde die Struktur identifiziert.

84 ______

Tab. 3.11.: 1H-NMR-Daten von Salidrosid im Vergleich zu Literaturdaten. 1H-NMR eigene Daten Kuwajima et al. Ida et al. Schwab & Schreier (1997) (1993) (1988)

CD3OD CD3OD CD3OD CD3OD 1 (2H) 3.69 ddd 3.69 ddd 3.70 dd 3.86 d J=9.5; 8; 6.5 J=9; 8; 6.5 J=7.3; 10.6 J=7 4.02 ddd 4.02 ddd J=9.5; 8; 6.5 J=9; 8; 7 2 (2H) 2.80-2.85 m 2.81 ddd 2.83 d 2.84 t J=14; 8; 7 J=7.3 J=7 2.84 dt J=14; 7 4, 8 7.05 d* 7.06 d* 7.06 d 7.04 s, 7.08 s J=8 J=8.8 J=8.1 5, 7 6.68 d* 6.68 d* 6.68 d 6.66 s, 6.70 s J=8 J=8.8 J=8.1 1’ 4.28 d 4.28 d 4.28 d 4.29 d J1’-2’=8 J=8 J=8.1 J=8 2’ 3.17 dd 3.17 dd 3.18 dd 3.43 dd J2’-1’=8 J=8; 9 J=8.1; 8.8 J=8; 9 J2’-3’=9 3’ 3.34 t 3.34 t 3.34 t 3.67 t J3’-2’=9 J=9 J=8.8 J=9 J3’-4’=9 4’ 3.24-3.30 m1 3.27 t 3.2-3.3 m 3.35 t J=9.5 J=9 5’ 3.24-3.30 m1 3.24 ddd 3.2-3.3 m 3.23 ddd J=2; 5.5; 9.5 J=2.5; 5; 9 6’A 3.65 dd 3.67 dd 3.66 dd 3.74 dd J6’A-5’=6 J=5.5; 11.6 J=5.1; 11.7 J=5; 12 J6’A-6’B=12 6’B 3.85 dd 3.85 dd 3.86 dd 3.69 dd J6’B-5’=2 J=2; 11.6 J=1.8; 11.7 J=2.5; 12 J6’B-6’A=12

1 Signale liegen übereinander * Protonen eines AA’BB’-Systems, Signale wurden nach Regeln 1. Ordnung interpretiert

85 ______

Martynosid Aus dem 1H-NMR-Spektrum ließen sich folgende Teilstrukturen ableiten: - eine in den Positionen 3 und 4 substituierte b-D-Glucopyranose - ein in den Positionen 3 und 4 substituierter Zimtsäurerest - ein in den Positionen 3 und 4 substituierter Phenylethylrest - eine a-L-Rhamnopyranose - zwei Methoxygruppen. Ein Naturstoff, der diese Teilstrukturen enthält, wurde erstmals 1978 von Sasaki et al. aus Martynia louisiana (Martyniaceae) isoliert und als Martynosid bezeichnet. Bei dieser Verbindung ist über die glykosidische OH-Gruppe der Glucose ein 3-Hydroxy-4-methoxy-b- phenylethoxy-Rest verknüpft. Am O-3 der Glucose ist die Rhamnose glykosidisch verbunden. In Position 4 trägt die Glucose einen Feruloylrest. Im folgenden wurde Martynosid aus etlichen weiteren Pflanzenarten isoliert. Die Verbindung wurde auch in anderen Scutellaria-Arten gefunden, so in S. baicalensis (Zhou et al., 1997) und S. salviifolia (Saracoglu et al., 1995). Die in der Literatur publizierten 1H-NMR-Daten (Calis et al., 1984) wurden mit denen der vorliegenden Verbindung verglichen. Aufgrund der guten Übereinstimmung konnte die Verbindung als Martynosid identifiziert werden.

Tab. 3.12.: 1H-NMR-Daten von Martynosid im Vergleich mit Literaturdaten. 1H-NMR eigene Daten Calis (1984)

CD3OD CD3OD 1’ 4.37 d 4.38 d J1’-2’=8 J=7.9 2’ 3.39 dd 3.28-4.06 m J2’-1’=8 J2’-3’=9 3’ 3.81 t 3.28-4.06 m J3’-2’=9 J3’-4’=9 4’ 4.90 t 4.92 t J4’-3’=9 J=9.4 J4’-5’=9 5’ 3.50-3.64 m1 3.28-4.06 m 6’A 3.50-3.64 m1 3.28-4.06 m 6’B 3.50-3.64 m1 3.28-4.06 m 86 ______

Fortsetzung Tab. 3.12. a’ 6.32 d 6.37 d Ja’’’-b’’’=16 J=15.9 b’ 7.64 d 7.66 d Jb’’’-a’’’=16 J=15.9 2’’’ 7.16 d 7.20 d J2’’’-6’’’=2 J=1.8 5’’’ 6.82 d 6.82 d J5’’’-6’’’=8 J=8.3 6’’’ 7.05 dd 7.08 dd J6’’’-2’’’=2 J=1.8; 8.3 J6’’’-5’’’=8 2 O-CH3’’’ 3.89 s 3.89 s a (2H) 3.73 ddd 3.28-4.06 m J=6.5; 8; 9.5 4.05 ddd J=6.5; 8; 9.5 b (2H) 2.78-2.85 m 2.83 m

2 6.73 d 6.74 d J2-6=2 J=2.0 5 6.77 d 6.80 dd J5-6=8 J=8.1 6 6.68 dd 6.69 d J6-2=2 J=8.1; 2.0 J6-5=8 2 O-CH3 3.82 s 3.82 s 1’’ 5.19 d 5.20 d J1’’, 2’’ = 2 J= 1.7 2’’ 3.90 dd 3.28-4.06 m J2’’, 1’’ = 2 J2’’, 3’’ = 4 3’’ 3.50-3.64 m1 3.28-4.06 m 4’’ 3.29 t 3.28-4.06 m J = 10 5’’ 3.50-3.64 m1 3.28-4.06 m 6’’ (3H) 1.10 d 1.10 d J6’’, 5’’ = 6 J = 6.2

1 Signale liegen übereinander 2 Signale sind austauschbar

87 ______

3.1.6. Iridoide aus Congea tomentosa

Isolierung der Iridoide

Für die Extraktion wurden gefriergetrocknete Blätter verwendet. Der nach Ausschütteln mit Chloroform erhaltene hydrophile Extrakt wurde über RP-18 grobfraktioniert. Das Dünnschichtchromatogramm der Fraktion CT.4. zeigten sich nach Besprühen mit

Vanillin-Schwefelsäure beim Erwärmen zwei farbige Flecken, wobei der eine in Rf-Wert und Färbung Aucubin entsprach. Über GC-MS und GC-Additionsanalyse konnte das Vorliegen von Aucubin bestätigt werden. Die andere Verbindung wurde in mehreren Schritten isoliert. Eine offene Säulenchromatographie über Kieselgel sowie eine VLC über MCI-Gel führten zunächst nicht zur gewünschten Abtrennung. Über präparative DC und anschließende präparative HPLC konnte die Verbindung aber rein erhalten werden. Mittels NMR- Spektroskopie wurde sie als 3-Methoxy-4-hydroxyphenol-1-O-b-D-glucopyranosid identifiziert. Im Dünnschichtchromatogramm der Fraktion CT.6. färbte sich schon beim Aufsprühen des säurehaltigen Reagenzes ein Fleck ziegelrot. Die Färbung intensivierte sich beim anschließenden Erhitzen. Eine derartige Farbreaktion ist für Proanthocyanidine typisch. Die Fraktion CT.6. wurde daraufhin in offener Säulenchromatographie über Sephadex LH-20 und Kieselgel sowie mit Vakuum-Flüssigkeitschromatographie über MCI-Gel weiter aufgearbeitet. Dabei wurde das Flavanol (-)-Epicatechin isoliert. Der Strukturnachweis erfolgte anhand NMR-spektroskopischer Daten sowie des Drehwertes. Proanthocyanidine sind bislang nicht in Lamiaceae nachgewiesen worden. Die Fraktion CT.7. zeigte im entwickelten Dünnschichtchromatogramm einen violett gefärbten Fleck, der auf das Vorliegen eines Iridoids schließen ließ. Die Fraktion wurde daher weiter aufgearbeitet. Über MLCCC, VLC und präparativer HPLC konnte die gewünschte Verbindung isoliert werden. Mittels NMR-Spektroskopie wurde die Substanz als Eurostosid identifiziert. 88 ______

Congea tomentosa 56 g Blätter, gefriergetrocknet

Extraktion mit EtOH 96, 90, 70%;

Ausschütteln mit CHCl3

Hydrophiler Extrakt 7,8 g VLC: RP-18; H2O ® MeOH

30% 50% 60% 2 * 250 ml 2 * 250 ml 2 * 250 ml

CT. 4. CT.6. CT.7. 334 mg 702 mg 680 mg GC-MS, SC: Kieselgel; GC-Add. SC: MLCCC: DMW = Aucubin Sephadex NEM 70:30:3 LH-20, MeOH

CT.4.1. CT.4.2. CT.4.3. CT.6.4. CT.7.5. 8 mg 17 mg 21 mg 91 mg 17 mg

VLC: MCI; VLC: MCI; SC: Kieselgel VLC: MCI; H2O®MeOH H2O®MeOH DMW=70:30:3 MeOH 10®100% 10% 0, 3, 6% 50% 5 ml je 10 ml 5 ml

CT.4.1.3. CT.4.2.1-3. CT.6.4.2. CT.7.5.4. 1 mg 11 mg 55 mg 8 mg Präp. DC: Präp. DC: Kieselgel Kieselgel DMW=70:30:3 DMW=70:30:3

CT.4.2.2.1. CT.4.3.1. 3.5 mg 2 mg Präp. HPLC: Präp. HPLC: Präp. HPLC: VLC: MCI Präp. HPLC: RP-18, RP-18, RP-18, H2O®MeOH RP-18, LM-0.11 (8:2) LM-0.11 (8:2) LM-0.11 (8:2) LM-1.0 (2:8) 30% 5 ml

CT.4.3.1.1. CT.6.4.2.3. CT.7.5.4.5. 1.5 mg 18 mg 1.5 mg 3-Methoxy -4-hydroxyphenol-1-O-b- Epicatechin Eurostosid D-glucopyranosid

Abb. 2.16.: Isolierungsschema von Congea tomentosa. 89 ______

HO HO H 4 H 6 3 5 7 9 O O 8 H 1 OH H 2' 3' 4' O 10 O HO OH HO OGlc O 6' 5' O b 1' OH Aucubin 2'' a 1'' 3'' Eurostosid 6'' 4'' 5'' OH

HO 6' 5' OH 4' 5' O 6' 4' HO 1' 6 HO O 8 2' 5 HO O 3' 1 8a 2 1' 3' OH 7 2' OH 2 4 3 OH 6 4a 3 5 OH O 4 CH3 OH 3-Methoxy-4-hydroxyphenol-1-O- b-D-glucopyranosid (-)-Epicatechin

Abb. 3.17.: Inhaltsstoffe von Congea tomentosa.

Identifizierung der Verbindungen

Eurostosid Die Signale des 1H-NMR- sowie des 13C-NMR-Spektrums konnten einer b-D-Glucose, einer trans-p-Cumarsäure und einem Iridoidaglykon zugeordnet werden. Das bei 6.33 ppm liegende Signal für das H-3 des Iridoids lag als Doppeldublett vor. Demnach müssen an den Positionen 4 und 5 je ein H gebunden sein. H-3 und H-4 koppeln als olefinische Protonen einer cis- Doppelbindung mit J=6 Hz. Die Kopplungskonstante zwischen H-3 und H-5 ist mit J=2 Hz wesentlich kleiner und ist für eine b-Kopplung über eine Doppelbindung charakteristisch. In dem 1H-1H-COSY-Spektrum waren die Kopplungssignale zwischen H-3 und H-4 sowie zwischen H-3 und H-5 erkennbar. Aus der Lage der Signale konnten die chemischen Verschiebungen der Kopplungspartner abgeleitet werden. Das H-4-Signal ist ein

Doppeldublett (J4-3=6; J4-5=4 Hz) bei 5.11 ppm, das H-5-Signal ein Multiplett bei 2.68 ppm. Aus dem 1H-1H-COSY-Spektrum waren für H-5 Kopplungen zu zwei weiteren Protonen ersichtlich. Die beiden Protonen haben sehr verschiedene chemische Verschiebungen (2.95 ppm und 4.45 ppm) und können daher nicht am gleichen C gebunden sein. Demnach befinden 90 ______sich die beiden Protonen in den Positionen 6 und 9. Das Signal bei 2.95 ppm ist typisch für ein Proton an einem tertiären C-Atom und ist dem H-9 zuzuordnen. H-6 liegt also bei 4.45 ppm. Diese chemische Verschiebung ist nur durch das Vorhandensein eines elektronenziehenden Substituenten, beispielsweise einer Hydroxylgruppe, an Position 6 zu erklären. H-9 koppelt mit J=8 Hz zu H-1 bei 4.96 ppm, H-6 wiederum zu drei Protonen bei 5.80, 4.81 und 4.98 ppm, die H-7 und H-10 zugeordnet werden können. Eine Kopplung von H-6 zu den Protonen an Position 10 ist nur möglich, wenn sich zwischen C-7 und C-8 eine Doppelbindung befindet. Ein weiterer Beweis für dieses Strukturmerkmal ist die chemische Verschiebung von H-7 (5.80 ppm), die charakteristisch für olefinische Protonen ist. H-7 koppelt seinerseits auch mit den beiden Protonen an C-10. C-10 trägt einen elektronenziehenden Substituenten, der stärker als eine Hydroxylgruppe entschirmt. Vermutlich befindet sich der Zimtsäurerest an dieser Position. Aus vorliegenden Daten läßt sich die Struktur eines an C-10 cinnamoylierten Aucubins ableiten, einer Verbindung, die erstmals 1983 von Salama & Sticher charakterisiert wurde. Eurostosid ist von Salama & Sticher aus Euphrasia rostkoviana isoliert worden. Die dort publizierten NMR-Daten wurden mit den vorliegenden verglichen. Die 13C-NMR-Werte sind nahezu identisch. Somit ist die isolierte Verbindung als Eurostosid identifiziert.

Tab. 3.13.: 1H- und 13C-NMR-Daten von Eurostosid im Vergleich mit Literaturdaten. 1H-NMR 13C-NMR eigene Daten Salama & Sticher eigene Daten Salama & Sticher (1983) (1983)

CD3OD D2O CD3OD CD3OD 1 4.96 d 5.46 d 98.00 97.94 J1-9=7 J=5 3 6.33 dd 6.49 dd 141.76 141.64 J3-4=6 J=6 J3-5=2 J=1.5 4 5.11 dd 5.28 dd 105.54 105.46 J4-3=6 J=6 J4-5=4 J=3.5 5 2.68 dddd 2.92 m 46.47 46.10 J5-3=2 J5-4=4 J5-6=6 J5-9=8 91 ______

Fortsetzung Tab. 3.13. 6 4.45 dqui 4.70 s 82.91 82.74 J6-5=6 J6-7=1.5 J6-9=1.5 J6-10A=1.5 J6-10B=1.5 7 5.80 qui 6.10 tdd 132.48 132.32 J7-6=1.5 J=1.6 J7-9=1.5 J=1 J7-10A=1.5 J7-10B=1.5 8 142.88 142.64 9 2.95 br t 3.36 m -1 48.22 J9-5=8 J9-1=8 10A 4.81 br d 4.98-5.10 63.36 63.33 J10A-10B=15 10B 4.98 br d 4.98-5.10 J10B-10A=15 1’ 4.68 d 4.92 d 100.22 100.10 J1’-2’=8 J=7.5 2’ 3.23 dd 74.93 74.73 J2’-1’=8 J2’-3’=9 3’ 3.37 t 77.99 77.72 J3’-2’=9 J3’-4’=9 4’ 3.26-3.32 m2 71.52 71.30 5’ 3.26-3.32 m2 78.30 77.94 6’A 3.65 dd 3.9 62.80 62.65 J6’A-5’=5.5 J6’A-6’B=12 6’B 3.85 dd 3.9 J6’B-5’=2 J6’B-6’A=12 C=O 169.13 168.85 a 6.32 d 6.54 d 147.41 146.94 Ja-b=16 J=16 b 7.64 d 7.82 d 116.31 114.77 Jb-a=12 J=16 1’’ -1 126.99 2’’, 6’’ 7.43 d* 7.69 d 131.35 131.33 J=8 J=9 3’’, 5’’ 6.75 d* 7.08 d 117.63 116.85 J=8 J=9 4’’ -1 161.10 1 Signale nicht detektierbar, da die Probe in sehr geringer Konzentration vorlag 2 Signale liegen übereinander 92 ______

(-)-Epicatechin Im 1H-NMR-Spektrum waren die für Flavanole typischen vier aliphatischen Protonen zu erkennen, die sich an drei benachbarten C-Atomen befinden (4.80 ppm, 4.17 ppm, 2.73 ppm und 2.85 ppm). Dabei stehen zwei Protonen (2.73 ppm und 2.85 ppm) an einem Ende der C3- Kette, sie koppeln untereinander mit einer Kopplungskonstanten von 17 Hz. Am anderen Ende sowie am mittleren C der Kette befindet sich außer einem Proton (4.80 bzw. 4.17 ppm) jeweils eine Sauerstoff-Funktion, was die höhere chemische Verschiebung der dort stehenden Protonen gegenüber den zwei geminalen Protonen bedingt. Wegen der sehr kleinen Kopplungskonstanten (J<1 Hz) zwischen den Protonen bei 4.80 und 4.17 ppm müssen sie zueinander cis-ständig sein. Im Aromatenbereich zeigte das Spektrum 5 Protonen, die zwei Systemen angehören. Zwei zueinander meta-ständige Protonen (J=3 Hz) sind dem Ring A des Flavanols zuzuordnen. Die anderen drei stehen am Ring B. Aufgrund ihrer Kopplungskonstanten kann Ring B nur in den Positionen 3 und 4 substituiert sein. Diese Strukturmerkmale sind charakteristisch für Epicatechin. Epicatechin ist eine weit verbreitete Substanz, für die etliche Literaturdaten vorliegen. Diese wurden zum Vergleich mit den vorliegenden Daten herangezogen. Aufgrund der guten Übereinstimmung ist das Vorliegen von Epicatechin abgesichert. Die Bestimmung der spezifischen Drehung ermöglichte eine Zuordnung zu (-)- bzw. (+)-Epi- catechin. Mit -54.9° stimmte der gemessene Wert mit Literaturdaten von (-)-Epicatechin gut überein (Ishiguro et al., 1997: [a]D= -58.2° ; Porter et al., 1991: [a]D= -57.6°).

Tab. 3.14.: 1H- und 13C-NMR-Daten von (-)-Epicatechin im Vergleich mit Literaturdaten. 1H-NMR 13C-NMR eigene Daten Foo et al. eigene Daten Foo et al. (1998) (1998)

CD3OD CD3OD CD3OD CD3OD 2 4.80 br s 4.81 79.89 79.9 3 4.17 m 4.17 br s 67.50 67.5 4a 2.73 br dd 2.7 - 2.9 m 29.26 29.3 J4a-3=4 J4a-4b=17 4b 2.85 br dd 2.7 - 2.9 m J4b-3=5 J4b-4a=17 4a 100.07 100.1 93 ______

Fortsetzung Tab. 3.14. 5 157.38 157.4 6 5.90 d 5.92 br s 96.41 96.5 J6-8=3 7 158.03 158.0 8 5.93 d 5.94 br s 95.88 96.0 J8-6=3 8a 157.70 157.7 1’ 132.24 132.3 2’ 6.96 d 6.98 s 115.31 115.4 J2’-6’=2 3’ 145.87 145.8 4’ 146.03 145.9 5’ 6.75 d 6.77 m 115.88 116.0 J5’-6’=8 6’ 6.79 dd 6.77 m 119.36 119.5 J6’-2’=2 J6’-5’=8

4-Hydroxy-3-methoxyphenol-1-O-b-D-glucopyranosid Das 1H-NMR-Spektrum zeigte Signale für b-D-Glucose, drei aromatische Protonen sowie eine Methoxygruppe. Aufgrund des Aufspaltungsmusters der aromatische Protonen muß der Benzolring in den Positionen 1, 2 und 4 substituiert sein. Zwei der Substituenten sind die Glucosyloxygruppe und die Methoxygruppe. Bei dem dritten Substituenten handelt es sich vermutlich um eine Hydroxylgruppe, da auch im 13C-NMR-Spektrum keine weiteren Signale auftraten. Ein Naturstoff, der diese Strukturanforderungen erfüllt, ist das 1987 von Ishimaru et al. aus Quercus mongolica und Q. acutissima isolierte 3-Methoxy-4-hydroxyphenol-1-O-b-D-gluco- pyranosid. Durch Vergleich mit den für diese Verbindung publizierten 13C-NMR-Daten konnte der vorliegenden Verbindung die gleiche Struktur zugewiesen werden.

94 ______

Tab. 3.15.: 1H- und 13C-NMR-Daten von 3-Methoxy-4-hydroxyphenol-1-O-b-D- glucopyranosid im Vergleich mit Literaturdaten.

1H-NMR 13C-NMR eigene Daten Ishimaru (1987) eigene Daten Ishimaru (1987)

CD3OD Aceton-d6+D2O CD3OD CD3OD 1 152.8 151.9 2 6.75 d 6.81 d 103.8 102.8 J2-6=2.5 J=3 3 149.3 148.6 4 143.2 142.3 5 6.64 d 6.76 d 116.0 115.7 J5-6=8 J=8 6 6.54 dd 6.58 dd 110.0 109.5 J6-2=2.5 J=3 J6-5=8 J=8 OCH3 3.87 s (3H) 3.81 s (3H) 56.4 56.3 1’ 4.75 d 103.8 103.5 J1’-2’=7.5 2’ 3.39-3.52 m1 75.0 74.2 3’ 3.39-3.52 m1 78.2 77.2 4’ 3.39-3.52 m1 71.6 70.7 5’ 3.39-3.52 m1 78.1 77.1 6’A 3.73 dd 62.7 62.0 J6’A-5’=5.5 J6’A-6’B=11.5 6’B 3.94 dd J6’B-5’=2 J6’B-6’A=11.5

1 Signale liegen übereinander

95 ______

3.1.7. Iridoidführung der im Datensatz enthaltenen Arten

Die folgende Tabelle 3.16. enthält zusammenfassend die Ergebnisse der phytochemischen Untersuchungen. Dabei wurden nur die gefundenen Iridoide aufgelistet. Neben den hier untersuchten Arten wurden alle weiteren Arten aufgeführt, die in die kladistische Analyse einbezogen wurden. Von fast allen Arten ist die Iridoidführung bekannt. Ein großer Teil der Pflanzen wurde dabei von unserer Arbeitsgruppe untersucht.

Tab. 3.16.: Übersicht über die im Datensatz enthaltenen Arten und den darin gefundenen Iridoiden.

AJUGOIDEAE Ajuga chamaepitys Harpagid Ruhdorfer & Rimpler, 1981b 8-O-Acetylharpagid Litvinenko, 19701; Kooiman, 19721; Ruhdorfer & Rimpler, 1981b Ajugosid Ruhdorfer & Rimpler, 1981b Reptosid Ruhdorfer & Rimpler, 1981b Ajuga decumbens Reptosid Shimomura et al., 1986; Takeda et al., 1986 8-O-Acetylharpagid Shimomura et al., 1986; Takeda et al., 19862 Harpagid Shimomura et al., 1986 Decumbesid A Takeda et al., 19862 Decumbesid B Takeda et al., 19862 Decumbesid C Takeda et al., 19862 Decumbesid D Takeda et al., 19862 Ajuga reptans Ajugosid Guiso et al., 19742 Ajugol Guiso et al., 19742 Harpagid Kooiman, 19721; Guiso et al., 19742; Shoji et al., 1992; Breschi & Martinotti, 1992; Malakov & Papanov, 1998 8-O-Acetylharpagid Guiso et al., 19742; Shoji et al., 1992; Breschi & Martinotti, 1992; Malakov & Paponov, 1998 Ajureptosid Shoji et al., 19922 Reptosid Shoji et al., 19922 Caryopteris bicolor; Lamiid Rimpler ex Jensen et al., 1975, Falk, 1992; Rimpler et Syn.: C. odorata al., 1993 Lamalbid Rimpler ex Jensen et al., 1975, Falk, 19922; Rimpler et al., 1993 Caryoptosid Rimpler ex Jensen et al., 1975 Phlomiol Falk, 19922; Rimpler et al., 1993 Durantosid I Rimpler et al., 1993 Ipolamiid Falk, 1992; Rimpler et al., 1993 Caryopteris x Clandonosid Hannedouche et al., 19992 clandonensis 8-O-Acetylclandonosid Hannedouche et al., 19992 Harpagid Hannedouche et al., 1999 8-O-Acetylharpagid Hannedouche et al., 1999 Caryopteris divaricata 8-O-Acetylharpagid Kooiman, 19751; Falk, 1992; Rimpler et al., 1993 Harpagid Kooiman, 19751; Falk, 1992; Rimpler et al., 1993 Caryopteris incana 8-O-Acetylharpagid Jensen et al., 1975; Kooiman, 19751; Falk, 1992; Rimpler et al., 1993 Harpagid Jensen et al., 1975, Kooiman, 19751 96 ______

Fortsetzung Tabelle 3.16. Clerodendrum capitatum Melittosid Stenzel et al., 1988 Clerodendrum ? nicht untersucht spinescens; Syn.: Kalaharia uncinata Clerodendrum Melittosid Jacke & Rimpler, 1983 thomsonae Aucubin Jacke & Rimpler, 1983 8-O-Acetylharpagid Jacke & Rimpler, 1983 Harpagid Jacke & Rimpler, 1983 Reptosid Jacke & Rimpler, 1983 8-O-Acetylmyoporosid Jacke & Rimpler, 1983 Ajugosid Jacke & Rimpler, 1983 Clerodendrum Melittosid Stenzel et al, 1988 umbellatum Harpagid Stenzel et al., 1988 8-O-Acetylharpagid Stenzel et al., 1988

Clerodendrum viscosum keine Kooiman, 19751; Stenzel et al., 1988 Clerodendrum wallichii Monomelittosid Stenzel et al., 1988 Melittosid Stenzel et al., 1988 Faradaya splendida 8-O-Acetylharpagid Winterhalter, 1991 Oxera morierei 8-O-Acetylharpagid Benkrief et al., 1991 Harpagid Benkrief et al., 1991 3,4-Dihydroharpagenin Benkrief et al., 1991 3,4-Dihydroharpagid Benkrief et al., 1991 1b-O-Methyl-3,4- Benkrief et al., 1991 dihydroharpagenin Oxera pulchella 8-O-Acetyl-harpagid Winterhalter, 1991 Harpagid Winterhalter, 1991 Rotheca incisa 8-O-Foliamenthoyleuphrosid Stenzel et al., 19862 2’-O-,8-O-Di- Stenzel et al., 19862 foliamenthoyleuphrosid Euphrosid Stenzel et al., 19862 Plantarenalosid Stenzel et al. 1986 Rotheca myricoides 8-O-Foliamenthoyleuphrosid Stenzel et al., 1988 Euphrosid Stenzel et al., 1988 Plantarenalosid Stenzel, Diss. Rotheca myricoides cv. Euphrosid Jacke & Rimpler, 1983 ugandense Ugandosid Jacke & Rimpler, 19832 Plantarenalosid Winterhalter, 1991 Spartothamnella Teuhircosid Schmidt, E.-M., 1996 teucriiflora Harpagid Schmidt, E.-M., 1996 8-O-Acetylharpagid Schmidt, E.-M., 1996 Teucridium parvifolium 8-O-Acetylharpagid Falk, 1992 Teucrium chamaedrys 8-O-Acetylharpagid Fikenscher & Hegnauer, 19691 Harpagid Fikenscher & Hegnauer, 19691 Teucrium fruticans 8-O-Acetylharpagid Fikenscher & Hegnauer, 19691 Harpagid Fikenscher & Hegnauer, 19691 97 ______

Fortsetzung Tabelle 3.16. Teucrium hircanicum Teucardosid Ruhdorfer & Rimpler, 1981a und1981b2 8-O-Acetylharpagid Kooiman, 19721; Ruhdorfer & Rimpler, 1981b Teuhircosid Ruhdorfer & Rimpler, 1981b2 Harpagid Kooiman, 19721 Trichostema lanatum 8-O-Acetylharpagid Falk, 1992; Rimpler et al., 1993 Harpagid Falk, 1992; Rimpler et al., 1993 CHLOANTHOIDEAE Chloanthes parviflora Ajugol Schmidt, E.-M., 1996 Hemiandra pungens Catalpol Kooiman, 19721 Pityrodia angustisepala Ajugol Schmidt, E.-M., 1996 Prostanthera lasianthos Ajugol Schmidt, E.-M., 1996 Geniposidsäure Schmidt, E.-M., 1996 Harpagid Schmidt, E.-M., 1996 Prostanthera nivea Antirrhinosid Schmidt, E.-M., 1996 Westringia eremicola Ajugol Schmidt, E.-M., 1996 Catalpol Schmidt, E.-M., 1996 Catalpolester Kooiman, 19721 LAMIOIDEAE Lamium amplexicaule Ipolamiid Inouye et al., 1977; Guiso & Martino, 19832 Lamiid Inouye et al., 1977; Guiso & Martino, 1983 Lamiosid Adema, 19681; Kooiman, 19721; Inouye et al., 1977; Guiso & Martino, 19832; Kobayashi et al., 19862 Desacetylasperulosidsäure Inouye et al., 1977 5-Desoxylamiosid Agostini et al., 19822; Guiso & Martino, 1983 Lamiol Kooiman, 19721; Guiso & Martino, 19832 Lamalbid Kobayashi et al., 19862 Shanzisidmethylester Kobayashi et al., 19862 Barlerin Kobayashi et al., 19862 Asperulosid Guiso & Martino, 1983 Ipolamiidosid Guiso & Martino, 1983 6-Desoxylamiosid Guiso & Martino, 19832 Lamium maculatum Lamiosid Adema, 19681 Lamium purpureum Lamiosid Adema, 19681 Leonurus cardiaca Galiridosid Guiso et al., 1974; Buzogany & Cucu, 19831 Ajugol Guiso et al., 19742; Weinges et al., 19732; Buzogany & Cucu, 19831 Ajugosid Guiso et al., 19742; Buzogany & Cucu, 19831 Leonurus japonicus Ajugol Schmidt, E.-M., 1996 Melittis melissophyllum Melittosid Scarpati & Esposito, 1967a2; Kooiman, 19721; Guiso et al., 1974; Swiatek & Chybowski, 19821 Monomelittosid Scarpati & Esposito, 1967b; Kooiman, 19721; Guiso et al., 1974; Swiatek & Chybowski, 19821 Harpagid Kooiman, 19721; Guiso et al., 19742; Swiatek & Chybowski, 19821 Ajugol Guiso et al., 19742; Swiatek & Chybowski, 19821 8-O-Acetylharpagid Kooiman, 19721; Guiso et al., 19742; Swiatek & Chybowski, 19821 Ajugosid Guiso et al., 19742 98 ______

Fortsetzung Tabelle 3.16. Phlomis fruticosa Phlomiol Bianco et al., 19752; Bianco et al., 19771 Lamiid Bianco et al., 19751; Bianco et al., 19771 Lamiidosid Bianco et al., 19772 Physostegia virginiana Physosid Jensen et al., 1989b2 Virginosid Jensen et al., 1989b2 5-O-Glucosylantirrhinosid Jensen et al., 1989b2 8-O-Acetylharpagid Jensen et al., 1989b Daunosid Nass & Rimpler, 1996 Myoporosid Jensen et al., 1989b2, Nass & Rimpler, 1996 Antirrhinosid Jensen et al., 1989b, Nass & Rimpler, 1996 Galiridosid Jensen et al., 1989b, Nass & Rimpler, 1996 Stegiosid I Nass & Rimpler, 19962 8-O-Acetylmyoporosid Jensen et al., 1989b, Nass & Rimpler, 1996 Ajugosid Jensen et al., 1989b, Nass & Rimpler, 1996 8-epi-Loganinsäure Jensen et al., 1989b, Nass & Rimpler, 1996 Gardosid Nass & Rimpler, 1996 Geniposidsäure Nass & Rimpler, 1996 Prasium majus Melittosid Kooiman, 19721 Sideritis leucantha Myoporosid Schmidt, E.-M., 1996 Melittosid Schmidt, E.-M., 1996 POGOSTEMONOIDEAE Anisomeles indica Melittosid Schmidt, E.-M., 1996 Aucubin Schmidt, E.-M., 1996 8-epi-Loganinsäure Schmidt, E.-M., 1996 Geniposidsäure Schmidt, E.-M., 1996 Anisomeles malabarica Monomelittosid Schmidt, E.-M., 1996 Melittosid Schmidt, E.-M., 1996 Aucubin Schmidt, E.-M., 1996 8-epi-Loganinsäure Schmidt, E.-M., 1996 Geniposidsäure Schmidt, E.-M., 1996 Leucosceptrum canum Catalpol Schmidt, E.-M., 1996 Aucubin Schmidt, E.-M., 1996 Ajugol Schmidt, E.-M., 1996 Pogostemon cablin Geniposidsäure Schmidt, E.-M., 1996 Catalpol Schmidt, E.-M., 1996 Pogostemon Geniposidsäure Schmidt, E.-M., 1996 plectranthoides Aucubin Schmidt, E.-M., 1996 NEPETOIDEAE Acinos alpinus ohne Iridoide Kooiman, 19721 Calamintha clinopodium ohne Iridoide Kooiman, 19721 Hyptis pectinata ohne Iridoide Kooiman, 19721 Hyptis verticillata ohne Iridoide Kooiman, 19721 Lavandula angustifolia ohne Iridoide Kooiman, 19721 Micromeria croatica ohne Iridoide Kooiman, 19721 Micromeria thymifolia ohne Iridoide Kooiman, 19721 99 ______

Fortsetzung Tabelle 3.16.

Nepeta cataria 4aa,7a,7aa-Nepetalacton McElvain et al., 1941; Bates et al., 1958; Sakan et al., 1965; Regnier et al., 1967 1 4aa,7a,7ab-Nepetalacton Bates et al., 1958; Sakan et al., 1965 ; Regnier et al., 1967 Dihydronepetalacton Sakan et al., 19651 Isodihydronepetalacton Sakan et al., 19651 1,5,9-epi-Desoxyloganinsäure Tagawa & Murai, 19802; Tagawa & Murai, 19832; Murai et al., 19842; Murai et al., 1987; Xie et al., 1988 Nepetariasid Murai et al., 19872 Nepetasid Xie et al., 19882 Dehydronepetalacton Sastry et al., 1971 2 Nepeta nuda 4aa,7a,7aa-Nepetalacton de Pooter et al., 1987 2 4aa,7a,7ab-Nepetalacton de Pooter et al., 1987 2 4ab,7a,7aa-Nepetalacton de Pooter et al., 1987 2 4ab,7a,7ab-Nepetalacton de Pooter et al., 1987 Nepetanudosid A Takeda et al., 19952 Nepetanudosid B Takeda et al., 19962 Nepetanudosid C Takeda et al., 19962 Nepetanudosid D Takeda et al., 19962 Velpetin Takeda et al., 1996 Ocimum basilicum ohne Iridoide Kooiman, 19721 Ocimum sanctum ohne Iridoide Kooiman, 19721 Perovskia abrotanoides ohne Iridoide Kooiman, 19721 Plectranthus kameba ohne Iridoide Kooiman, 19721 Plectranthus longitubus ohne Iridoide Kooiman, 19721 Satureia hortensis ohne Iridoide Kooiman, 19721 Satureia montana ohne Iridoide Kooiman, 19721

SCUTELLARIOIDEAE Holmskioldia sanguinea 2 6-O-a-L-(2’’-O-trans-Cinnamoyl)rhamnopyranosylcatalpol Helfrich & Rimpler, 1998 2 6-O-a-L-(3’’-O-trans-Cinnamoyl)rhamnopyranosylcatalpol Helfrich & Rimpler, 1998 2 6-O-a-L-(4’’-O-trans-Cinnamoyl)rhamnopyranosylcatalpol Helfrich & Rimpler, 1998 2 6-O-a-L-(4’’-O-cis-Feruloyl)rhamnopyranosylcatalpol Helfrich & Rimpler, 1998 2 6-O-a-L-(4’’-O-trans-Feruloyl)rhamnopyranosylcatalpol Helfrich & Rimpler, 1998 2 6-O-a-L-(4’’-O-trans-p-Coumaroyl)rhamnopyranosylcatalpol Helfrich & Rimpler, 1998 2 6-O-a-L-(4’’-O-cis-p-Coumaroyl)rhamnopyranosylcatalpol Helfrich & Rimpler, 1998 Catalpol Helfrich & Rimpler, 1998 8-epi-Desoxyloganinsäure Helfrich & Rimpler, 2000 Geniposidsäure Helfrich & Rimpler, 2000 Gardosid Helfrich & Rimpler, 2000 Scutellaria albida Catalpol Kooiman, 19721; Cole, et al., 19911; Calis et al., 19932; Schmidt, E.-M., 1996 Scalbidosid Calis et al., 19932 Albidosid Calis et al., 19932 Scutellariosid I Calis et al., 1993 Scutellariosid II Calis et al., 19932 Mussaenosidsäure Calis et al., 1993 Scutellaria altissima Harpagid Schmidt, E.-M., 1996 8-O-Acetylharpagid Schmidt, E.-M., 1996 Scutellariosid I Weinges et al., 19752 Scutellariosid II Weinges et al., 19752 Catalpol Kooiman, 19721 100 ______

Fortsetzung Tabelle 3.16. Scutellaria columnae Scutellariosid I Malakov et al., 1998 Catalpol Kooiman, 19721 Scutellaria galericulata Catalpol Kooiman, 19721; Cole et al., 19911; eigene Untersuchungen Ajugol eigene Untersuchungen Aucubin eigene Untersuchungen 8-epi-Loganinsäure eigene Untersuchungen 6-Desoxyharpagid eigene Untersuchungen Harpagid eigene Untersuchungen Scutellaria lateriflora Catalpol Kooiman, 19721 Tinnea aethiopica Catalpol eigene Untersuchungen Speciosid eigene Untersuchungen Mussaenosidsäure eigene Untersuchungen Tinnea vesiculosa Catalpol eigene Untersuchungen Speciosid eigene Untersuchungen Verminosid eigene Untersuchungen Tinnea zambesiaca keine Iridoide Schmidt, E.-M., 1996; eigene Untersuchungen VITICOIDEAE Gmelina arborea 6-O-a-L-Rhamnopyranosylcatalpol Hosny & Rosazza, 19972 6-O-a-L-(3’’-O-trans-Feruloyl)rhamnopyranosylcatalpol Hosny & Rosazza, 1997 6-O-a-L-(2’’-O-Acetyl-3’’,4’’-O-di-trans-cinnamoyl)rhamnopyranosyl- Hosny & Rosazza, catalpol 1997 10-O-trans-Cinnamoyl-6-O-a-L-rhamnopyranosylcatalpol (Gmelinosid A) Hosny & Rosazza, 19972 Hosny & Rosazza, 10-O-trans-Cinnamoyl-6-O-a-L-(2’’,3’’-di-O-acetyl)rhamnopyranosyl- 2 catalpol (Gmelinosid B) 1997 Hosny & Rosazza, 10-O-trans-p-Coumaroyl-6-O-a-L-rhamnopyranosylcatalpol (Gmelinosid 2 C) 1997 10-O-trans-Caffeoyl-6-O-a-L-rhamnopyranosylcatalpol (Gmelinosid D) Hosny & Rosazza, 19972 10-O-trans-Feruloyl-6-O-a-L-(2’’,4’’-di-O-acetyl)rhamnopyranosyl- Hosny & Rosazza, 19972 catalpol (Gmelinosid E) Hosny & Rosazza, 10-O-p-Hydroxybenzoyl-6-O-a-L-(6’-O-acetyl)rhamnopyranosylcatalpol 2 (Gmelinosid F) 1997 Hosny & Rosazza, 6-O-a-L-(2’’,3’’-O-Di-trans-feruloyl)rhamnopyranosylcatalpol 2 (Gmelinosid G) 1997 6-O-a-L-(4’’-O-Acetyl-2’’,3’’-O-di-trans-feruloyl)rhamnopyranosyl- Hosny & Rosazza, 19972 catalpol (Gmelinosid H) Hosny & Rosazza, 6-O-a-L-(2’’,4’’-O-Di-trans-p-coumaroyl)rhamnopyranosylcatalpol 2 (Gmelinosid I) 1997 6-O-a-L-(2’’,4’’-O-Dibenzoyl)rhamnopyranosylcatalpol (Gmelinosid J) Hosny & Rosazza, 19972 6-O-a-L-(3’’,4’’-O-Dibenzoyl)rhamnopyranosylcatalpol (Gmelinosid K) Hosny & Rosazza, 19972 Hosny & Rosazza, 6-O-a-L-(3’’-O-Acetyl-4’’-O-trans-cinnamoyl 2 rhamnopyranosylcatalpol (Gmelinosid L) 1997 101 ______

Fortsetzung Tabelle 3.16. Gmelina asiatica 6-O-a-L-(3’’-O-Acetyl, 2’’-O-benzoyl)rhamnopyranosylcatalpol eigene Untersuchungen 6-O-a-L-(4’’-O-Acetyl, 2’’-O-benzoyl)rhamnopyranosylcatalpol eigene Untersuchungen 6-O-a-L-(4’’/3’’-O-Acetyl, 3’’/4’’-O-benzoyl)rhamnopyranosyl- eigene Untersuchungen catalpol 6-O-a-L-(4’’-O-Acetyl, 2’’-O-trans-cinnamoyl)rhamnopyranosyl- eigene Untersuchungen catalpol 6-O-a-L-(2’’-O-trans-p-Methoxycinnamoyl)rhamnopyranosyl- eigene Untersuchungen catalpol Catalpol eigene Untersuchungen 8-epi-Loganinsäure eigene Untersuchungen Geniposidsäure eigene Untersuchungen Gardosid eigene Untersuchungen Gmelina philippensis 6-O-a-L-(2’’-O-,3’’-O-,4’’-O-Tribenzoyl)rhamnopyranosylcatalpol Helfrich & Rimpler, 20002 Helfrich & Rimpler, 6-O-a-L-(2’’-O-,3’’-O-Dibenzoyl,4’’-O-cis-p-coumaroyl)rhamno- 2 pyranosylcatalpol 2000 Helfrich & Rimpler, 6-O-a-L-(2’’-O-,3’’-O-Dibenzoyl,4’’-O-trans-p- 2 coumaroyl)rhamnopyranosylcatalpol 2000 Helfrich & Rimpler, 6-O-a-L-(2’’-O-Benzoyl, 3’’-O-trans-p- 2 coumaroyl)rhamnopyranosylcatalpol 2000 6-O-a-L-(2’’-O-, 3’’-O-Dibenzoyl)rhamnopyranosylcatalpol Helfrich & Rimpler, 20002 Gmephilosid Helfrich & Rimpler, 20002 Catalpol Helfrich & Rimpler, 2000 8-epi-Desoxyloganinsäure Helfrich & Rimpler, 2000 Gardosid Helfrich & Rimpler, 2000 Geniposidsäure Helfrich & Rimpler, 2000 Helfrich & Rimpler, 6-O-a-L-(2’’,4’’-O-Di-benzoyl)rhamnopyranosylcatalpol (Gmephilosid 2 J) 2000 Helfrich & Rimpler, 6-O-a-L-(3’’,4’’-O-Di-benzoyl)rhamnopyranosylcatalpol (Gmephilosid 2 K) 2000 6-O-a-L-(2’’-O-trans-p-Methoxycinnamoyl)rhamnopyranosylcatalpol Helfrich & Rimpler, 2000 6-O-a-L-(3’’-O-trans-p-Methoxycinnamoyl)rhamnopyranosylcatalpol Helfrich & Rimpler, 2000 6-O-a-L-(2’’-O-trans-Coumaroyl)rhamnopyranosylcatalpol Helfrich & Rimpler, 2000 (Saccatosid) Premna alstonii ? nicht untersucht Premna microphylla; Syn.: P. japonica 2 6-O-a-L-(2’’-O-trans-Coumaroyl)rhamnopyranosylcatalpol (Saccatosid) Otsuka et al., 1990a 2 6-O-a-L-(2’’-O-trans-Caffeoyl)rhamnopyranosylcatalpol Otsuka et al., 1990a 2 6-O-a-L-(4’’-O-trans-Coumaroyl)rhamnopyranosylcatalpol Otsuka et al., 1990a 2 6-O-a-L-(4’’-O-cis-Coumaroyl)rhamnopyranosylcatalpol Otsuka et al., 1990a 2 6-O-a-L-(3’’-O-trans-Caffeoyl)rhamnopyranosylcatalpol Otsuka et al., 1990a 2 6-O-a-L-(2’’-O-trans-Feruloyl)rhamnopyranosylcatalpol Otsuka et al., 1991b 2 6-O-a-L-(3’’-O-trans-Feruloyl)rhamnopyranosylcatalpol Otsuka et al., 1991b 2 6-O-a-L-(4’’-O-trans-Feruloyl)rhamnopyranosylcatalpol Otsuka et al., 1991b Aucubin Otsuka et al., 1991b2 2 6-O-a-L-(2’’-O-trans-Isoferuloyl, 4’’-O-acetyl)rhamnopyranosylcatalpol Otsuka et al., 1990b 2 6-O-a-L-(3’’-O-trans-Isoferuloyl, 4’’-O-acetyl)rhamnopyranosylcatalpol Otsuka et al., 1990b 2 6-O-a-L-(2’’-O-trans-Isoferuloyl)rhamnopyranosylcatalpol Otsuka et al., 1989a 2 6-O-a-L-(3’’-O-trans-Isoferuloyl)rhamnopyranosylcatalpol Otsuka et al., 1989a 2 6-O-a-L-(2’’-O-trans-p-Methoxycinnamoyl, 4’’-O- Otsuka et al., 1991a acetyl)rhamnopyranosylcatalpol 2 6-O-a-L-(3’’-O-trans-p-Methoxycinnamoyl, 4’’-O-acetyl)rhamnopyrano- Otsuka et al., 1991a sylcatalpol 2 6-O-a-L-(2’’-O-trans-p-Methoxycinnamoyl)rhamnopyranosylcatalpol Otsuka et al., 1991a ¸ Otsuka et al., 1991b2 2 6-O-a-L-(3’’-O-trans-p-Methoxycinnamoyl)rhamnopyranosylcatalpol Otsuka et al., 1991a 102 ______

Fortsetzung Tabelle 3.16. Premna serratifolia; Syn.: P. obtusifolia 2 6-O-a-L-(2’’-O-trans-p-Coumaroyl)rhamnopyranosylcatalpol Otsuka et al., 1993 2 6-O-a-L-(2’’-O-trans-Caffeoyl)rhamnopyranosylcatalpol Otsuka et al., 1993 2 6-O-a-L-(2’’-O-cis-p-Coumaroyl)rhamnopyranosylcatalpol Otsuka et al., 1993 2 6-O-a-L-(3’’-O-trans-p-Coumaroyl)rhamnopyranosylcatalpol Otsuka et al., 1993 Premcoryosid Otsuka et al., 19932 Premna odorata 2 6-O-a-L-(2’’-O-trans-Caffeoyl)rhamnopyranosylcatalpol Otsuka et al., 1989b 2 6-O-a-L -(3’’-O-trans-Caffeoyl)rhamnopyranosylcatalpol Otsuka et al., 1989b 2 6-O-a-L -(2’’,3’’-Di-O-trans-caffeoyl)rhamnopyranosylcatalpol Otsuka et al., 1989c (Premnosid A) 2 6-O-a-L -(2’’-O-,3’’-O-(oder 3’’-O-,2’’-O-)trans-Caffeoyl, trans- p- Otsuka et al., 1989c coumaroyl)rhamnopyranosylcatalpol (Premnosid B) 2 6-O-a-L -(2’’-O-,3’’-O-(oder 3’’-O-,2’’-O-)trans-Caffeoyl, trans- Otsuka et al., 1989c feruloyl)rhamnopyranosylcatalpol (Premnosid C) 2 6-O-a-L -(2’’-O-,3’’-O-(oder 3’’-O-,2’’-O-)trans-Feruloyl, trans- p- Otsuka et al., 1989c coumaroyl)rhamnopyranosylcatalpol (Premnosid D) Premnaodorosid A Otsuka et al., 19922 Premnaodorosid B Otsuka et al., 19922 Premnaodorosid C Otsuka et al., 19922 Premna subscandens Scutellariosid II Sudo et al., 19972 10-O-cis-p-Coumaroylcatalpol Sudo et al., 19972 10-O-cis-p-Methoxycinnamoylcatalpol Sudo et al., 19972 10-O-trans-p-Methoxycinnamoylcatalpol Sudo et al., 19972 10-O-trans-Caffeoylcatalpol Sudo et al., 19972 10-O-trans-Isoferuloylcatalpol Sudo et al., 19972 10-O-cis-p-Methoxycinnamoyl-asystasiosid Sudo et al., 19972 10-O-trans-p-Methoxycinnamoyl-asystasiosid Sudo et al., 19972 10-O-cis-p-Coumaroyl-asystasiosid Sudo et al., 19972 10-O-trans-p-Coumaroyl-asystasiosid Sudo et al., 19972 Premnaodorosid D Sudo et al., 19992 Premnaodorosid E Sudo et al., 19992 Premnaodorosid F Sudo et al., 19992 Premnaodorosid G Sudo et al., 19992 2 4,4’-Dimethoxy -b-truxinsäurecatalpoldiester Sudo et al., 2000 SYMPHOREMATOIDEAE Congea tomentosa Aucubin eigene Untersuchungen Eurostosid eigene Untersuchungen

1 Nachweis erfolgte nur chromatographisch 2 Literatur enthält NMR-Daten

103 ______

3.1.10. Kodierung der Iridoidmerkmale

Die Kodierung der Merkmale erfolgte binär, d. h. jedem Merkmal wurden zwei Ausprägungen zugeordnet. Im Idealfall entsprechen diese dem apomorphen (®1) bzw. plesiomorphen (®0) Zustand. In einigen Fällen gibt es jedoch mehr als zwei Merkmalsausprägungen. Dann wurden mehrere binäre Merkmale formuliert, die alle bis auf einen Zustand charakterisieren. Dieser fehlende Zustand kennzeichnet idealerweise die Symplesiomorphie und ergibt sich aus der Neinkodierung (®0) aller Merkmale des Komplexes. Für die Kodierung der Iridoide wurden insbesondere solche Merkmale ausgewählt, die biogenetische Gruppen charakterisieren. Entscheidende Biosyntheseschritte sollten in der Kodierung zum Ausdruck kommen. Die Formulierung der Merkmale stützte sich dabei auf frühere Arbeiten unserer Arbeitsgruppe (Rimpler et al., 1992; Schmidt, E.-M., 1997; Willmann, 1997). Alle in der vorliegenden Arbeit zusätzlich aufgestellten oder redefinierten Merkmale wurden durch Indices an der Merkmalsnummer gekennzeichnet: N - neues Merkmal, R - redefiniertes Merkmal. Der erste Schritt der Biosynthese ist die Bildung von Iridodial aus 8-Oxogeranial in einer auf zwei Wegen ablaufenden Ringschlußreaktion. Iridoide kommen entsprechend in zwei epimeren Formen vor: Iridoide der Normalreihe oder Iridoide der 8-epi-Reihe. Für jede Reihe wurde ein gesondertes Merkmal erstellt: · Iridoide mit 8b-Kohlenstoff (Normalreihe): 0-nicht vorhanden / 1-vorhanden (Merkmal 115) · Iridoide mit 8a-Kohlenstoff (8-epi-Reihe): 0-nicht vorhanden / 1-vorhanden (Merkmal 116) Enthielt die Pflanze keine Iridoide, wurden beide Merkmale mit „0“ kodiert. 11 C 6 4 5 3 7 O 9 b 8 1 a C OGlc 10 104 ______

Mit Ausnahme von Nepeta gehören alle in den Lamiaceen gefundenen Iridoide der 8-epi-

Reihe an. Unterschiede zwischen ihnen liegen im Oxidationsgrad von C-11 (-CH3 ® -CHO

® -COOH ® COOR oder 11-Noriridoide), im Oxidationsgrad von C-10 (-CH3 ® -CH2OH /

=CH2) und im Substitutionsmuster des Cyclopentanringes. Die stufenweise Oxidation von C-

11 bis zu Abspaltung als CO2 spiegelt entscheidende Schritte in der Biosynthese der 8-epi- Iridoide wider. Es wurden deswegen folgende Merkmale formuliert: · 11-Oxoiridoide (-CHO): 0-nicht vorhanden / 1-vorhanden (Merkmal 108) · 11-Iridoidsäuren (-COOH): 0-nicht vorhanden / 1-vorhanden (Merkmal 109) · 11-Iridoidalkylester (-COOR): 0-nicht vorhanden / 1-vorhanden (Merkmal 110) · 11-Noriridoide: 0-nicht vorhanden / 1-vorhanden (Merkmal 111 ) 11 11 11 Iridoide mit -CH3 oder -CH2OH wurden nicht extra kodiert, -CH2OH kommt in den 11 Lamiaceen nicht vor und ein Vorliegen von -CH3 ergibt sich zwangsläufig aus der Kodierung „8a/b-C - vorhanden“ und „11-Oxoiridoide, 11-Iridoidsäuren, -alkylester oder 11-Nor- Verbindungen - nicht vorhanden“. Die Biosynthesewege, die zu den unterschiedlichen Substitutionsmustern von Cyclopentanring und C-10 führen, sind an einigen Beispielen gut untersucht worden. Die Iridoide lassen sich danach in drei Gruppen einteilen, die sich biogenetisch von Mussaenosidsäure, 10-Desoxygeniposidsäure oder Geniposidsäure ableiten. Entsprechend können folgende Merkmale formuliert werden: · 8-Hydroxy-Iridoide (wie Mussaenosidsäure): 0-nicht vorhanden / 1-vorhanden (Merkmal 114 R) · 7,8-Dehydro-Iridoide (wie 10-Desoxygeniposidsäure und Geniposidsäure): 0-nicht vorhanden / 1-vorhanden (Merkmal 112) · 7,8-Oxido-Iridoide (leiten sich von 10-Desoxygeniposidsäure oder Geniposidsäure ab): 0-nicht vorhanden / 1-vorhanden (Merkmal 113) · 10-Hydroxy-Iridoide (wie Geniposidsäure): 0-nicht vorhanden / 1-vorhanden (Merkmal 127)

11 11 11 COOH COOH COOH 6 4 6 4 6 4 5 5 5 3 3 3 7 7 7 9 1 O 9 O 9 O 8 8 1 8 1 HO CH3 H3C 10 OGlc 10 OGlc HO 10 OGlc Mussenosidsäure 10-Desoxygeniposidsäure Geniposidsäure 105 ______

Innerhalb jeder Gruppe unterscheiden sich die Iridoide insbesondere durch die Zahl und Stellung weiterer Hydroxylgruppen: · 5-Hydroxy-Iridoide: 0-nicht vorhanden / 1-vorhanden (Merkmal 117) · 6-Hydroxy-Iridoide: 0-nicht vorhanden / 1-vorhanden (Merkmal 120 R) · 7b-Hydroxyiridoide: 0-nicht vorhanden / 1-vorhanden (Merkmal 121) Im weiteren Verlauf der Biosynthese können an die Hydroxylgruppen des Iridoidaglykons oder der Glucose weitere Moleküle gebunden werden: · Benzoyl- oder Cinnamoylgruppen mit dem Iridoidaglykon verbunden: 0-nein / 1-ja (Merkmal 122 R) · Benzoyl- oder Cinnamoylgruppen mit einem Zucker verbunden: 0-nein / 1-ja (Merkmal 123 R) · Monoterpenoylgruppen mit dem Iridoidaglykon verbunden: 0-nein / 1-ja (Merkmal 124 R) · O-Rhamnosyliridoide: 0-nicht vorhanden / 1-vorhanden (Merkmal 125 N) · O-Glucosyliridoide: 0-nicht vorhanden / 1-vorhanden (Merkmal 126 R). In der Gattung Nepeta sind nicht nur Iridoide der Normalreihe (8b-C) gefunden worden, sondern einige weitere, die sich in der Stereochemie gegenüber den sonst in Lamiaceae vorkommenden Verbindungen deutlich unterscheiden. Daher wurden zwei weitere Merkmale aufgenommen: · 5-epi-Iridoide: 0-nicht vorhanden / 1-vorhanden (Merkmal 118 N) · 1,5,9-epi-Iridoide: 0-nicht vorhanden / 1-vorhanden (Merkmal 119 N). Bei jeder Pflanze erfolgte die Kodierung gemeinsam für alle darin vorkommenden Iridoide. Ein Merkmal wurde positiv kodiert (®1), auch wenn es nur ein einziges Iridoid charakterisierte. Dadurch wurde jede Apomorphie erfaßt. 106 ______3.2. Morphologische Merkmale und deren Kodierung

In unserer Arbeitsgruppe wurde bereits eine Vielzahl von morphologischen Merkmalen untersucht und zu Merkmalslisten zusammengestellt (Falk, 1991; Winterhalter, 1992; Rimpler et al., 1992; Willmann, 1997, Schmidt, E.-M., 1997). Diese Listen dienten als Grundlage für eigene morphologische Untersuchungen. Insbesondere für Kelche, Kronen, Fruchtknoten und Früchte wurden einige der bestehenden Merkmale konkreter gefaßt (redefiniert) und neue Merkmale aufgestellt. Außerdem wurden Pollenmerkmale neu hinzugenommen, die von v. Mulert (2001) zusammengestellt und in diese Arbeit übernommen wurden. Bei der folgenden Besprechung der einzelnen Merkmale wurden die jeweiligen Nummern in der Merkmalsliste dieser Arbeit in Klammern hinter das Merkmal gesetzt. Neue oder redefinierte Merkmale wurden durch Indices an der Merkmalsnummer erkenntlich gemacht: N - neues Merkmal, R - redefiniertes Merkmal.

3.2.1. Kelche

Die Kelche der Lamiaceae unterscheiden sich in vielen Merkmalen voneinander. Dazu zählen Zahl der Glieder, Höhe ihrer Verwachsung, Symmetrie, Form, Farbe, Zahl der Hauptnerven und Gestalt der Zipfel. Um diese Merkmale genauer zu charakterisieren, wurden nach Möglichkeit mehrere Kelche jeder der in der kladistischen Untersuchung einbezogenen Arten analysiert. Von den Kelchen wurden für die Beurteilung einiger Merkmale Präparate hergestellt. Dazu wurden die Kelche seitlich aufgeschnitten und auf Objektträgern ausgebreitet.

Zahl der Glieder Die Kelche der Lamiaceae bestehen meistens aus fünf miteinander verwachsenen Kelchblättern. Daneben kommen Kelche aus vier Sepalen vor (z.B. bei Oxera, Faradaya, Callicarpa, Merkmal 9).

Ausmaß der Verwachsung Die Sepalen sind bei den verschiedenen Vertretern der Lamiaceae unterschiedlich hoch miteinander verwachsen. Es gibt Kelche mit nur sehr kurzer Röhre und entsprechend langen freien Zipfeln. Sie haben ein kleines Verhältnis Länge der Röhre zu Länge der Zipfel. Als wenig verwachsen wurden Kelche bewertet, bei denen das Verhältnis kleiner als 1:3 war 107 ______

(Merkmal 10). Daneben gibt es hoch verwachsene Kelche mit langer Röhre und kurzen Zipfeln. Im extremsten Fall sind keine Zipfel mehr vorhanden und der Kelch ist trunkat. Die hochverwachsenen und trunkaten Kelche haben ein großes Verhältnis Länge der Kelchröhre zu Länge der Kelchzipfel. Als hochverwachsen wurden Kelche mit einem Wert über 3:1 bewertet (Merkmal 11 N). Trunkate Kelche wurden zusätzlich durch ein gesondertes Merkmal charakterisiert (Merkmal 12). In zweilippigen Kelchen können die Zipfel in einer oder beiden Lippen hochverwachsen bis trunkat sein. Ebenso können die beiden Lippen durch zwei sehr tiefe Einschnitte voneinander getrennt sein. Bei der Bewertung der zweilippigen Kelche wurde für die Merkmale ”hochverwachsener Kelch” und ”wenig verwachsener Kelch” die Länge der geringsten Verwachsung (=Länge der Röhre unter dem tiefsten Einschnitt) und Länge der angrenzenden Zipfel ins Verhältnis gesetzt. Als trunkat wurden auch diejenigen Kelche bewertet, bei denen mehrere Petalen einen ganzrandigen Lappen bildeten.

Abb. 3.18.: wenig verwachsener Kelch hoch verwachsener Kelch trunkater Kelch (Merkmal 10). (Merkmal 11N). (Merkmal 12). Beispiele: Spartothamnella teucriiflora Plectranthus longitubus Holmskioldia sanguinea Clerodendrum viscosum Premna microphylla Tinnea zambesiaca Chloanthes parvifolia Premna subscandens

Symmetrie Neben radiären Kelchen kommen in den Lamiaceae vielfach zygomorphe Kelche vor. Sie bilden meistens Lippen aus. Nach der Zahl der die Lippen bildenden Glieder können die zygomorphen Kelche einer 1:4-, 3:2- und 5:0-Symmetrie zugeordnet werden. Innerhalb der 3:2-Symmetrie können jedoch mehrere Typen unterschieden werden. Außerdem können die beiden mittleren Zipfel einer viergliedrigen Unterlippe sowie die drei oberen Zipfel einer fünfgliedrigen Oberlippe stärker miteinander verwachsen sein und so zu den Kelchen mit 3:2- Symmetrie überleiten. Die Kelchsymmetrie wurde deswegen über die Höhe (bzw. bei gleich tiefen Einschnitten über die Breite) der Einschnitte zwischen den Kelchzipfeln erfaßt. 108 ______

Abb. 3.19.: Radiärer Kelch, oberer Kelchzipfel ist mit einem Punkt markiert.

Besonders tiefe Einschnitte zwischen dem obersten und den beiden seitlichen Zipfeln kennzeichnen die Kelche mit 1:4-Symmetrie (Merkmal 13 R). Bei Kelchen mit 3:2-Symmetrie können entweder die drei oberen Kelchblätter (Fall 1) oder die beiden unteren Kelchblätter (Fall 2) stärker miteinander verwachsen sein als alle übrigen. In einem dritten Fall sind sowohl die drei oberen als auch die zwei unteren Kelchblätter untereinander stärker verwachsen als jeweils die unteren mit den seitlichen Kelchblättern. Diese Kelche weisen eine deutliche Ober- und Unterlippe auf. Die Einschnitte zwischen den beiden seitlichen und den beiden unteren Kelchzipfeln sind im ersten Fall tiefer als die Einschnitte zwischen den obersten drei Zipfeln (Merkmal 14 R), im zweiten Fall tiefer als der Einschnitt zwischen den unteren beiden Zipfeln (Merkmal 15 R) und im dritten Fall sowohl tiefer als die Einschnitte zwischen den oberen drei Zipfeln als auch tiefer als der Einschnitt zwischen den unteren beiden Zipfeln (Merkmale 14 R und 15 R). Ist der Einschnitt zwischen den beiden unteren Kelchzipfeln der tiefste, liegt 5:0-Symmetrie vor. Bei Kelchen mit 1:4-Symmetrie können die beiden unteren Kelchzipfel stärker miteinander verwachsen sein als mit den benachbarten seitlichen Zipfeln. Wie bei einigen Kelchen mit 3:2-Symmetrie (Fälle 2 und 3), sind auch hier die Einschnitte zwischen den seitlichen und den unteren Zipfeln tiefer als der zwischen den beiden unteren Zipfeln. Ebenso können die drei oberen Kelchzipfel bei Kelchen mit 5:0-Symmetrie stärker miteinander verwachsen sein. Sie weisen dann zwischen den seitlichen und den unteren Zipfeln tiefere Einschnitte als zwischen den oberen drei Zipfeln auf. Dieses Merkmal charakterisiert auch einige Kelche mit 3:2- Symmetrie (Fälle 1 und 3). Durch die Formulierung von vier Merkmalen ist eine Unterscheidung von sieben zygomorphen Kelchtypen möglich. Als achter Typ wird auch der radiäre Kelch erfaßt, bei dem keiner der Einschnitte tiefer als ein anderer ist. Die untersuchten Arten mit vierzipfeligen Kelchen haben alle radiäre Kelche.

109 ______

a b c d e f g

Abb. 3.20.: Verschiedene Symmetrietypen bei Kelchen: a - 1:4-Symmetrie (Merkmal 13R); b-d - 3:2-Symmetrie (b - Fall 1, Merkmal 14 R; c - Fall 2, Merkmal 15R; d - Fall 3, Merkmale 14R und 15 R); e - 5:0-Symmetrie; f, g - Übergangstypen. Beispiele: für a: Orthosiphon aristatus, für b: Prasium majus, Premna subscandens, Calamintha clinopodium, für c: Leonurus japonicus, für d: Plectranthus longitubus, Tinnea zambesiaca, für f: Nepeta nuda.

Gestalt des Kelches Die meisten Lamiaceae haben einen glockenförmigen Kelch mit einer nach oben hin erweiterten Röhre und einem sich öffnenden Saum. Dabei gibt es alle Abstufungen von fast röhrig (einige Nepetoideae) bis radförmig ausgebreitet (Holmskioldia, Spartothamnella). Von diesem Normaltyp weichen zwei Kelchtypen ab. Bei dem einen neigen sich die Kelchzipfel wieder zueinander, der Kelch ist krugförmig (Merkmal 21). Bei dem anderen fehlt die nach oben hin zunehmende Öffnung des Kelches, der Kelch ist becherförmig (Merkmal 22 N).

Abb. 3.21.: Kelchformen bei Lamiaceae: a-c - Normaltyp; d - krugförmiger Kelch bei Clerodendrum wallichii (Merkmal 21); e - becherförmiger Kelch bei Gmelina phillipensis (Merkmal 22N).

Kelchfarbe Normalerweise sind die Kelche der Lamiaceae grün gefärbt. In der Gattung Clerodendrum fallen jedoch die oft weiß oder rot gefärbten Kelche auf (Merkmal 20). Mit dieser Kelchfarbe wird der gesamte Blütenstand auffälliger und für die Bestäuber (häufig Schmetterlinge oder Kolibris) attraktiver. 110 ______

Gestalt der Zipfel Die meisten Kelche der Lamiaceen haben mehr oder weniger dreieckige Zipfel. Die Ränder der Kelchzipfel laufen von den Einschnitten aus gerade, konkav oder konvex in einem Punkt zusammen. Daneben kommen weitere Zipfelfomen vor. Der eine ist durch aufgesetzte Grannenspitzen charakterisiert. Die Zipfelränder verlaufen zunächst in einem breiten Winkel zueinander. Mit scharfem Übergang ändert sich dann die Richtung der Ränder. Sie laufen in einer ausgezogenen Spitze zusammen (Merkmal 23 N). Weiterhin kommen zugespitzte Zipfel vor, deren Ränder geschwungenen sind. Die Zipfelränder nähern sich zunächst in einem Bogen, ändern dann aber allmählich ihre Richtung und treffen unter Bildung einer Spitze zusammen (Merkmal 24 N). Daneben kommen auch abgerundete Zipfel vor (Merkmal 25 N).

a b c d e f

Abb. 3.22.: Verschiedene Zipfelformen bei Kelchen: a-c - normale Zipfelform; d - Zipfel mit aufgestetzter Grannenspitze (Merkmal 23N); e - zugespitzter Zipfel (Merkmal 24N); f - abgerundeter Zipfel (Merkmal 25N). Beispiele: für d: Leonurus japonicus, Phlomis fruticosa, Calamintha clinopodium, für e: Clerodendrum viscosum; für f: Premna subscandens.

Zahl der Kelchnerven In der Regel läuft in jeden Kelchzipfel ein Nerv. Meistens laufen dazwischen ähnlich deutliche Nerven in die Kelchbuchten. Im Normalfall hat der Kelch also 10 Hauptnerven. Die Zwischennerven teilen sich meist in der Bucht und laufen dann in die benachbarten Zipfelspitzen (Merkmal 16 N). Die Teilung der Zwischennerven kann aber auch an der Basis stattfinden. Sind alle Zwischennerven betroffen, resultieren 15-nervige Kelche (Merkmal 18 N), sind nur die Zwischennerven der drei unteren Kelchbuchten betroffen ergeben sich 13- nervige Kelche (Merkmal 17 N). Durch weitere basale Teilungen der Zwischennerven können aus 15-nervigen 25- und 35-nervige Kelche entstehen (Merkmal 18 N). Insbesondere bei Kelchen, deren Sepalen weit miteinander verwachsen sind und bei denen die Zipfel nur noch schwach ausgebildet sind, schwankt die Kelchnervenzahl innerhalb einer Art bereits von Blüte zu Blüte. Sie liegt dabei in einem Bereich von (8)10 bis 20(25) Nerven, 111 ______wobei die innerartliche Schwankung wesentlich geringer ist (±3). Die Kelchzipfel werden auch bei diesen Arten innerviert. In der Zahl der Zwischennerven ist aber kein Muster erkennbar. Allein zwischen Abstand der Hauptnerven und Zahl der Zwischennerven bestehen Beziehungen. Je weiter die Hauptnerven und damit die Kelchzipfel auseinander liegen, um so mehr Nerven durchziehen das Gewebe dazwischen (Merkmal 19 N).

a b c d e

Abb. 3.23.: Zahl der Kelchnerven: a - 10 (Merkmal 16N); b - 15 (Merkmal 18N); c - 25 (Merkmal 18N); d - 13 (Merkmal 17N); e - zwischen 10 und 20 (Merkmal 19N). Beispiele: für a: Plectranthus longitubus, Orthosiphon aristatus, Spartothamnella teucriiflora, Prasium majus, Sideritis leucantha, Phlomis fruticosa; für b und c: Clerodendrum viscosum, Chloanthes parvifolia, Nepeta nuda; für d - Calamintha clinopodium, Holmskioldia sanguinea, Tinnea zambesiaca; für e: Premna subscandens, Premna microphylla.

Weitere Merkmale Im Bereich der Zwischennerven sind im Mesophyll vieler Lamioideae Sklerenchymfasern eingelagert (Merkmal 26 N). Diese geben der Kelchröhre besondere Festigkeit. Die Fasern können mikroskopisch sehr gut im optischen Dunkelfeld beobachtet werden.

Abb. 3.24.: Kelch mit Sklerenchymfasern im Mesophyll. Beispiele: Prasium majus; Sideritis leucantha, Phlomis fruticosa, Leonurus japonica. 112 ______

Abb. 3.25.: Kelche von Lamiaceae. Einige Beispiele. Die Balken zeigen 1mm an. 113 ______

3.2.2. Kronen

Die Blütenkronen der Lamiaceae zeichnen sich in der Regel durch ausgeprägte Zweilippigkeit aus, die auch im deutschen Namen der Pflanzenfamilie, Lippenblütengewächse, zum Ausdruck kommt. Diese Zweilippigkeit wird in den verschiedenen Gattungen der Familie aber auf mehre-ren Wegen realisiert. Die Lamiaceae zeigen auch in vielen weiteren Merkmalen Unterschiede im Aufbau ihrer Kronen. Viele dieser Merkmale konnten für die kladistische Untersuchung herangezogen werden. Die Merkmale wurden nach Möglichkeit an mehreren Kronen jeder Art untersucht. Für die mikroskopische Beobachtung einiger Merkmale wurden Ganzpräparate der Kronen angefertigt.

Zahl der Glieder Die meisten Arten haben Kronen aus fünf Petalen. Wie bei den Kelchen kommen aber auch viergliedrige vor (Merkmal 27). Diese stellen eine abgeleitete Form innerhalb der Lamiaceae dar. Ihre Entstehung ist auf zwei Weisen denkbar. Zum einen ist es möglich, daß ein Petalum der fünfgliedrigen Corolle ausgefallen ist. Zum anderen kann ein ganzrandiger Kronzipfel auch durch vollständige Verwachsung zweier Petalen entstanden sein. Dafür sprechen viele Über-gangsformen, die eine kurz zweispaltige Oberlippe haben oder deren oberster Blütenzipfel von zwei Hauptleitbündeln versorgt wird. Die Entstehung einer vierzähligen Krone durch Ausfall eines Petalums ist bislang für keine Lamiaceae nachgewiesen. Bei der Kodierung wurde deswegen immer von Verwachsung ausgegangen. Das spielt insbesondere bei der Bewertung der Symmetrieverhältnisse eine Rolle.

Symmetrie Bei den Lamiaceae überwiegen zygomorphe Kronen, die meistens eine Ober- und eine Unterlippe bilden. Die Petalen sind dann unterschiedlich hoch miteinander verwachsen: in der Ober- bzw. Unterlippe mehr als zwischen den Lippen. Als Maß dafür kann die Länge der Einschnitte zwischen den Zipfeln dienen. Die verschiedenen Verwachsungstypen der Kronen wurden analog zum Kelch über die Einschnittiefe charakterisiert.

Abb. 3.26.: Radiäre Krone, unterer Kronenzipfel ist mit einem Punkt markiert. 114 ______

Sind die Einschnitte zwischen den drei unteren Kronzipfeln die tiefsten, wird die Unterlippe von nur einem Kronblatt und die Oberlippe von 4 Kronblättern gebildet. Die Blüte ist zygomorph nach 4:1 (Merkmal 28 R). Die Tribus Ocimeae aus der Unterfamilie Nepetoideae wird durch diesen Symmetrietyp charakterisiert. Die Einschnitte zwischen den beiden oberen und den zwei seitlichen Zipfeln können tiefer sein als der Einschnitt zwischen den beiden oberen Zipfeln, der im extremsten Fall ganz fehlt (Merkmal 29 R). Sie können ebenso tiefer sein als die Einschnitte zwischen den beiden seitlichen und dem untersten Kronblatt (Merkmal 30 R). Diese beiden Merkmale können einzeln oder auch gemeinsam auftreten. In letzterem Fall sind die Einschnitte zwischen den beiden oberen und den zwei seitlichen Zipfeln die tiefsten der Krone. Dies charakterisiert Blüten mit zweigliedriger Ober- und dreigliedriger Unterlippe. Die meisten Arten der Lamioideae und Nepetoideae-Mentheae haben Kronen diesen Typs. Ist der Einschnitt zwischen den beiden oberen Kronzipfeln der tiefste, resultiert eine Blüte ohne Oberlippe. Diese wird dann funktionell von den Staubblättern gebildet. Blüten diesen Typs haben eine 0:5-Symmetrie (Merkmal 31 R). Sie sind für viele Ajugoideae typisch. Bei Blüten mit 4:1-Symmetrie können die Einschnitte zwischen den beiden oberen und den zwei seitlichen Zipfeln auch tiefer sein als der Einschnitt zwischen den beiden oberen Zipfeln. Innerhalb der viergliedrigen Oberlippe sind die beiden mittleren Zipfel dann am stärksten miteinander verwachsen. Ebenso können bei Blüten mit 0:5-Symmetrie die drei mittleren Zipfel innerhalb der fünfgliedrigen Unterlippe stärker miteinander verwachsen sein. Die Einschnitte zwischen den beiden oberen und den beiden seitlichen Zipfeln sind dann tiefer als zwischen den zwei seitlichen und dem unteren Zipfel. Durch den Vergleich der drei Einschnittiefen können vier Merkmale formuliert und insgesamt 8 Symmetrietypen einschließlich der radiären Krone kodiert werden. Die aus vier Petalen hervorgegangenen Kronen haben nur ein Blütenblatt oben. Es ist vermutlich durch vollständige Verwachsung der zwei oberen Kronblätter entstanden. Das Merkmal ”Einschnitte zwischen den oberen und seitlichen Zipfeln tiefer als Einschnitt zwischen oberen Zipfeln” wurde daher bei vierzipfeligen Kronen immer positiv kodiert.

Abb. 3.27.: Verschiedene Symmetrietypen bei Kronen, schematisch. a - 4:1-Symmetrie (Merkmal 28R); b-d - 2:3-Symmetrie (b - Fall 1, Merkmal 29R; c - Fall 2, Merkmal 30R; d - Fall 3, Merkmale 29R und 30R); e - 0:5-Symmetrie; f, g - Übergangstypen. 115 ______

Abb. 3.28.: Verschiedene Symmetrietypen bei Kronen, Beispiele. Die Balken zeigen 1mm an. 116 ______

Gestalt der Röhre Bei allen Lamiaceae sind die Blütenblätter im unteren Teil zu einer Röhre verwachsen. Diese kann kurz oder lang, weit oder eng und gerade oder gebogen sein. In der Kombination lang und eng ist sie aber typisch für Blüten, die von Schmetterlingen besucht werden. Dazu zählen die meisten Arten aus der Gattung Clerodendrum. Als lang und eng gelten hier Röhren, die ein Verhältnis Röhrenlänge zu Röhrenbreite von 10 und darüber aufweisen (Merkmal 34 N). Bei den meisten anderen Lamiaceae liegt ein Verhältnis von 2 bis 7 vor.

Gestalt und Lage der Zipfel In den zygomorphen Blüten der Lamiaceae ist in der Regel der untere Blütenzipfel besonders ausgebildet. Er dient, häufig zusammen mit den zwei seitlichen Zipfeln, als Landeplattform für die bestäubenden Insekten. Meistens ist er gegenüber den benachbarten Blütenzipfeln vergrößert (Merkmal 33 N). In einigen Arten der Lamiaceae ist der unterste Blütenzipfel konkav gewölbt (Merkmal 35). Viele Vertreter der Ajugoideae sind durch dieses Merkmal charakterisiert. Auch die Blütenoberlippe kann gewölbt sein und einen Helm bilden (Merkmal 36 N). Das ist für viele Lamioideae typisch. Die Blütenzipfel stehen entweder ausgebreitet oder aufrecht in Verlängerung der Kronröhre und bilden einen Blütensaum rund um den Blüteneingang. Bei einigen Blüten mit 0:5- Symmetrie sind die oberen Kronblätter jedoch seitlich gedreht und weisen zur Seite oder nach unten. Der Schlitz zwischen den oberen beiden Kronblättern ist somit nicht nur besonders tief, sondern zusätzlich besonders breit. Die Blüten haben deutliche, fünfzählige Unterlippen (Merkmal 32 N). Bei den meisten Clerodendrum-Arten sind die Blütenstiele oder Kronröhren in sich gedreht. Der untere Blütenzipfel steht dann oben. Die Blüten sind resupiniert (Merkmal 37).

Abb. 3.29.: Gestalt und Lage der Kronzipfel: a – helmförmige Oberlippe bei Lamium maculatum (Merkmal 36N); b – konkaver unterer Kronzipfel bei Caryopteris bicolor (Merkmal 35); c – zur Seite gedrehte obere Kronzipfel bei Rotheca incisa (Merkmal 32N); d – resupinierte Blüte bei Clerodendrum viscosum (Merkmal 37). 117 ______

Behaarung Oft dienen Haare im Innern der Krone dazu, nur dem “richtigen” Bestäuber Einlaß zu gewähren. Die Krone kann dabei an ganz unterschiedlichen Zonen behaart sein. Die Haare können einen kontinuierlichen oder unterbrochenen Ring im unteren Teil der Kronröhre, unterhalb der Insertionshöhe der Staubblätter, bilden. Es kann dabei ein schmaler, 2-3 Haarreihen umfassender Ring (Merkmal 39 R) von einem breiten, viele Haarreihen umfassenden Ring unterschieden werden (Merkmal 40 R). Der erstere ist typisch für viele Lamioideae. Die Haare stehen palisadenartig nebeneinander und weisen in Richtung Kronensaum. Meistens haben die Haare verdickte Wände und leuchten im optischen Dunkelfeld auf. Bei einigen Lamiaceae, insbesondere bei Chloanthoideae und Viticoideae, befindet sich in der Kronröhre ein breiter Haarring in Insertionshöhe der Stamina (Merkmal 41 R). Dieser Haarring dehnt sich meist bis zur Öffnung der Röhre in den Blütensaum aus. Die Haare sind meist mehr- bis vielzellig und dünnwandig. Für viele Vertreter der Nepetoideae-Mentheae sind zwei Haarleisten auf der Unterlippe charakteristisch, die den Weg ins Blüteninnere weisen (Merkmal 42 N). Die Haare sind ein- bis wenigzellig und dünnwandig. Sie sind bis in die Spitze breit und haben eine deutlich strukturierte Cuticula.

Abb. 3.30.: Behaarung im Innern der Kronen: a – 2-3-reihiger Haarring unterhalb der Insertion der Staubblätter bei Leonurus cardiaca (Merkmal 39R); b – breiter Haarring unterhalb der Insertion der Staubblätter bei Ajuga chmaepitys (Merkmal 40R); c – breiter Haarring in Höhe der Insertion der Staubblätter bei Premna serratifolia (Merkmal 41R); d – zwei Haarleisten auf der Unterlippe der Kronen bei Micromeria croatica (Merkmal 42N). Die Balken zeigen 1mm an. 118 ______

3.2.3. Fruchtknoten

Junell (1934) untersuchte eingehend den Bau der Fruchtknoten von Lamiaceae und Verbenaceae sensu Briquet. Sein Ziel war es, durch Erkenntnisse in der Gynoeceummorphologie eine natürliche Abgrenzung zwischen den Verbenaceae und Lamiaceae zu finden. Er legte deshalb innerhalb der Lamiaceae besonderes Augenmerk auf die Gattungen, die zu den Verbenaceae vermittelten (“verbenoide Labiaten”). “...Eine Untersuchung der wirklichen Labiatae (lag) eigentlich außerhalb des Rahmens (seiner) Arbeit.” (Junell, 1934, S. 154) Er untersuchte nur einige Gattungen stichprobenweise, um die Stellung der ”wirklichen” Labiatae zu den ”verbenoiden” Labiatae und den Verbenaceae zu erkennen. ”Bei der ersten Überarbeitung (seines) Untersuchungsmaterials war (er) der Ansicht, daß hinsichtlich der Plazentation der Samenanlagen ein prinzipieller Unterschied zwischen den eigentlichen und den verbenoiden Labiaten bestehe. (Er) glaubte nämlich, daß die Samenanlagen bei den ersteren immer am eigentlichen Fruchtblattrand inseriert seien, bei den letzteren aber an der Innenseite der Karpellen. Erst durch die Untersuchung der ... Prasioideae gelangte (er) zu der Einsicht, daß die beiden Typen in einander übergehen, und daß zwischen ihnen kein prinzipieller Unterschied vorliegt.” (Junell, 1934, S.159). In neuesten kladistischen Analysen molekularer Daten (Wagstaff et al., 1996, 1998) stehen die beiden größten Unterfamilien der ”eigentlichen” Labiaten, Nepetoideae und Lamioideae, an ganz unterschiedlichen Ästen. Die Nepetoideae nehmen eine basale Stellung innerhalb der Lamiaceae ein, die Lamioideae dagegen eine abgeleitete. Es ist daher durchaus möglich, daß zwischen beiden Unterfamilien auch Unterschiede im Fruchtknotenbau vorliegen, wobei der eine sich über Zwischenformen von den ”verbenoiden” Labiaten ableiten läßt, der andere aber einen prinzipiellen Unterschied aufweist. Es wurden deswegen die Fruchtknoten insbesondere der Nepetoideae und Lamioideae untersucht. Dazu wurden nach Möglichkeit die Fruchtknoten von frischen Pflanzen präpariert, ansonsten wurde Herbarmaterial verwendet. Von den in Paraffin eingebetteten Fruchtknoten wurden am Mikrotom Querschnittserien angefertigt, die eine Beurteilung des Fruchtknotenbaus ermöglichten.

Allgemeiner Aufbau der Fruchtknoten von Lamiaceae Der Fruchtknoten wird im allgemeinen von zwei Karpellen aufgebaut. Einzige Ausnahme ist Geunsia (Viticoideae) mit fünf (manchmal auch vier) Karpellen. Die Karpelle sind mit ihren 119 ______

äußeren Bereichen nach innen gerollt. Die Fruchtblattränder liegen vor der Mitte desselben Karpells. Dadurch entsteht ein vierfächriger Fruchtknoten (bei Geunsia zehnfächrig). Jedes Karpell trägt zwei Samenanlagen. Lamiaceae haben also einen vierfächrigen Fruchtknoten mit je einer Samenanlage pro Fach.

Abb. 3.31.: Allgemeiner Aufbau von Lamiaceen-Fruchtknoten.

Die Karpelle sind miteinander verwachsen, manchmal nur im äußeren Bereich des Fruchtknotens, meist aber über den ganzen Bereich, in dem sich die eingerollten Teile der benachbarten Fruchtblätter gegenüber liegen (Verwachsung im proximalen Bereich der eingerollten Fruchtblatteile). Eine vollständige Verwachsung der proximalen Bereiche bis hin zur Fruchtknotenmitte wurden als echte Scheidewände definiert und unter Merkmal 70 R kodiert. Die vor der Fruchtblattmitte aneinander grenzenden äußersten Bereiche der eingerollten Fruchtblatteile desselben Fruchtblattes können auch miteinander verwachsen sein (Verwachsung im distalen Bereich der eingerollten Fruchtblatteile). Dabei entstehen Plazentarwände als weitere Scheidewände (Merkmal 71 N). Der Fruchtblattmitte, die vom Hauptleitbündel durchzogen wird, kann unter Ausbildung einer falschen Scheidewand verdickt sein (Merkmal 72 R). Sie kann auch zur Fruchtknotenmitte hin eingezogen sein. Dann bilden sich die lobierten Fruchtknoten.

a b c d

Abb. 3.32.: Fruchtknoten mit (a) echter Scheidewand (Merkmal 70R); (b) Plazentarwand (Merkmal 71N) und (c) falscher Scheidewand (Merkmal 72R). (d) Lobierter Fruchtknoten.

120 ______

Die Fruchtblattränder oder die Außenseiten der eingerollten Fruchtblatteile können mit der gleichmäßigen, verdickten oder eingezogenen Fruchtblattmitte verwachsen sein. Die Fruchtknotenfächer sind dann völlig voneinander abgetrennt. Damit die Pollenschläuche dennoch in die Fächer einwachsen können, bleibt im oberen oder unteren Bereich des Fruchtknotens jeweils ein Kanal von der Griffelhöhle in die Fächer offen. Fruchtknoten mit tief eingesenktem Griffel sind durch Kanäle charakterisiert, die im unteren Bereich liegen. Als Vergleichsmaß für die tiefliegenden Kanäle diente die Insertionshöhe der Samenanlagen (Merkmal 73 N).

a b c

Abb. 3.33.: Eingerollte Bereiche der Fruchtblätter verwachsen mit den Fruchtblattmitten unter Ausbildung einer Griffelhöhle. (a) und (b) Verwachsung unterhalb der Plazentation der Samenanlagen (Merkmal 73 N); (a) Fruchtblattmitten verdickt (falsche Scheidewände); (b) Fruchtknoten lobiert; (c) Verwachsung oberhalb der Plazentation der Samenanlagen.

Bau der Samenanlagen Die Lamiaceae haben anatrope, unitegmische Samenanlagen. Sie haben also gerade, mit der Mikropyle nach unten gerichtete Samenanlagen, deren Funikulus mit dem in Einzahl vorhandenen Integument verwachsen ist. Bei vollständiger Verwachsung ist die Samenanlage nahe der Mikropyle am Fruchtblatt angeheftet (Merkmal 76 N). Das trifft jedoch nur für wenige Lamiaceae zu (z.B. Nepeta). Von diesem Typus leiten sich die anderen Samenanlagen der Lamiaceae ab. Bei denen ist das Integument nur teilweise, selten sogar überhaupt nicht mit dem Funikulus verwachsen. So sind die Samenanlagen in der Mehrheit der Lamiaceae etwa zur Hälfte ihrer Länge mit dem Funikulus verwachsen. Bei den wenigen Lamiaceen, deren Integumente gar nicht mit dem Funikulus verwachsen sind (z.B. Clerodendrum, 121 ______

Congea), sind die Samenanlagen nahe der Chalaza mit dem Funikulus verbunden. Diese Samenanlagen gehören zum hängenden Typ (Merkmal 77 N).

a b c

Abb. 3.34.: Samenanlagen: (a) anatrop (Merkmal 76N), (b) Übergangsform; (c) hängend (Merkmal 76N).

Plazentation der Samenanlagen Die Samenanlagen sind über den Funikulus an dem Fruchtblatt angeheftet. Für die Stellung des Funikulus am Fruchtblatt gibt es prinzipiell zwei Möglichkeiten. Bei der ersten befindet sich der Funikulus am Fruchtblattrand. Die Samenanlagen sind dann marginal inseriert. Im zweiten Fall entspringt der Funikulus der Fruchtblattfläche. Der Fruchtblattrand ist hier deutlich vom Funikulus entfernt. Dieser Plazentationstyp heißt laminal (Merkmal 69).

Abb. 3.35.: Plazentation der Samenanlagen: (a) marginal; (b) laminal (Merkmal 69).

Der Funikulus wird vom Plazentarleitbündel durchzogen. Bei Verwachsungen des Funikulus oder auch größerer Bereiche der Fruchtblattes mit der Samenanlage, kann der Verlauf des Funikulus anhand des Plazentarleitbündels nachvollzogen werden. Junell (1934) fand heraus, daß ein Teil der Verbenaceae sensu Briquet sowie alle Lamiaceae sensu Briquet flächenständige Samenanlagen haben (= laminale Plazentation). Der andere Teil der Verbenaceae, nämlich die Verbenoideae, haben Samenanlagen, die am Fruchtblattrand angeheftet sind (= marginale Plazentation). Er schlug daher eine Neugliederung von Lamiaceae und Verbenaceae vor. Die Verbenaceae sollten demnach nur die Verbenoideae umfassen, die anderen Gattungen sollten in die Lamiaceae überführt werden. Diese neue Einteilung ist heute überall akzeptiert. Mit unseren Untersuchungen wollten wir die laminale Stellung der Samenanlagen insbesondere bei den Unterfamilien Nepetoideae, Lamioideae, Pogostemonoideae und der 122 ______

Gattung Scutellaria überprüfen. Diese Taxa umfassen die Lamiaceae mit gynobasischem Griffel und waren als “eigentliche Labiatae” nicht Schwerpunkt von Junells Untersuchungen (1934). Zum Vergleich untersuchten wir aber auch die Fruchtknoten der anderen Unterfamilien der Lamiaceae. Dabei konnten wir Junells Ergebnisse für die Unterfamilien Viticoideae, Chloanthoideae und Ajugoideae sowie für die Gattungen Holmskioldia und Tinnea aus den Scutellarioideae bestätigen. Die Samenanlagen sind in einiger Entfernung vom Fruchtblattrand inseriert und damit laminal.

Plazentation der Samenanlagen bei Lamioideae, Pogostemonoideae und Scutellaria Der Fruchtknoten ist bei den Lamioideae, Pogostemonoideae und Scutellaria stark lobiert. Die Fruchtblätter sind im Bereich ihres Hauptnerves (Fruchtblattmitte) und im Bereich ihrer Verwachsung mit dem benachbarten Fruchtblatt zur Fruchtknotenmitte hin eingezogen. Dadurch sind die Scheidewände nur sehr kurz (Abb. 3.37.a; 3.38.b). Die eingerollten Fruchtblatteile sind im Übergangsbereich vom inneren (proximalen) zum äußeren (distalen) Abschnitt den eingezogenen Fruchtblattmitten direkt benachbart, mit denen sie weiter oben unter Ausbildung einer Griffelhöhle verwachsen (Abb. 3.37.b; 3.38.c). Dadurch entstehen vier abgetrennte Fächer, in die jeweils ein äußerer (distaler) Teil des eingerollten Fruchtblattes hineinragt. In dieser Schnittebene sind die vier Fächer noch untereinander und mit dem Griffel verwachsen. Weiter oben trennen sich die Fächer voneinander und vom Griffel. Ebenso lösen sich die eingerollten Fruchtblatteile vom Rest des Fruchtblatts ab (Abb. 3.37.c; 3.38.e-g). Jedes abgelöste Teil hat zwei Flächen und zwei Kanten. Im Querschnitt erscheint es halbmondförmig. Die eine Kante ist zum Griffel orientiert, sie kennzeichnet die Trennlinie vom Rest des Fruchtblatts. Die zweite Kante ist der Fruchtblattrand. Er liegt im Fach weiter außen. Mit der einen Fläche liegt der abgelöste Teil der Innenwand des Fruchtknotenfaches an. Diese Fläche entspricht der Karpell-Außenwand. Die zweite Fläche ist zur Fachmitte orientiert. Sie liegt der Samenanlage an und leitet sich von der Karpell-Innenseite ab. Jeder abgelöste Fruchtblatteil wird von einem Plazentarleitbündel durchzogen. Dieses liegt deutlich abseits vom Fruchtblattrand nahe der Trennlinie zum Rest des Fruchtblatt. Die Samenanlagen verwachsen weiter oben im Fruchtknoten mit den abgelösten Fruchtblatteilen. Die Verwachsung erfolgt dabei über die der Samenanlage zugekehrten Karpellinnenseite (Abb. 3.37.d; 3.38.f-g). Die Verwachsung bleibt nach oben hin bestehen. Das Plazentarleitbündel ändert seine Lage im Fruchtblatt nicht. Es geht oben an der Samenanlage in die Chalaza über (Abb. 3.37.e). 123 ______

Der abgelöste Fruchtblatteil ist also über die Karpellinnenseite mit der Samenanlage verwachsen. Das Plazentarleitbündel geht über diese Verwachsungsnaht, also über die Karpellinnenseite, in die Samenanlage über. Daraus kann auf einen laminalen Plazentationstyp geschlossen werden. Die Ergebnisse von Junell, 1936, können somit auch für die tief geteilten Fruchtknoten der Lamioideae, Pogostemonoideae und von Scutellaria bestätigt werden.

a b

c Abb. 3.36: Fotos einiger Vertreter: a: Lamium purpureum, b: Leonurus cardiaca, c: Melittis melissophyllum. 124 ______

Abb. 3.37.: Abb. 3.38.: Aufbau der Fruchtknoten von Lamioideae, Aufbau des Fruchtknotens von Lamium Pogostemonoideae und Scutellaria, purpureum. schematisch. 125 ______

Plazentation der Samenanlagen bei den Nepetoideae Der Fruchtknoten ist auch bei den Nepetoideae stark lobiert. Der Aufbau des Fruchtknotens ist daher dem der Lamioideae, Pogostemonoideae und von Scutellaria sehr ähnlich. Die Fruchtknoten werden von zwei Fruchtblättern aufgebaut. Die Fruchtblätter ragen mit ihren äußeren Bereichen weit in den Fruchtknoten hinein. Die Fruchtblattränder sind zur Fruchtblattmitte gerichtet. Die eingerollten Fruchtblatteile der gegenüberliegenden Fruchtblätter sind bis zur Fruchtknotenmitte miteinander verwachsen. Es liegen also echte Scheidewände vor. Die zu den Fruchtblattmitten gerichteten äußeren (distalen) Bereiche der eingerollten Fruchtblatteile bleiben jedoch frei. Schon tief unten im Fruchtknoten ragen die verdickten Fruchtblattmitten bis zur Fruchtknotenmitte in den Fruchtknoten hinein (Abb. 3.39.a; 3.40.b, 3.41.b). Sie verwachsen mit den Scheidewänden unter Bildung einer zentralen Griffelhöhle und vier abgetrennten Fächern (Abb. 3.39.b; 3.40.c+d, 3.41.e). In jedes Fach ragt ein freier Teil des eingerollten Fruchtblattes hinein. Die Verwachsung der vier Fächer bleibt nach oben hin nur kurz bestehen. Sie trennen sich bald voneinander und vom Griffel und bilden vier isolierte Loben (Abb. 3.39.c; 3.40.f+g, 3.41.g-i). Zwischen den Loben stehen meist Diskuslappen, wobei einer häufig stark vergrößert ist. Der in die Loben hineinragende Teil des eingerollten Fruchtblattes weist mit dem Fruchtblattrand in die Mitte des Faches. Dort befindet sich die Samenanlage. Der Fruchtblattrand ist hier nicht abgerundet, wie bei den anderen Lamiaceae, sondern ist abgeflacht. Der Fruchtblattrand hebt sich also durch zwei Kanten von den beiden Fruchtblattflächen ab. In einigen Fällen (z.B. Ocimum und Lavandula) ist der Fruchtblattrand stark verbreitert. Die beiden Fruchtblattflächen divergieren also zum Fruchtblattrand hin stark, so daß dieser mit breiter Fläche vor der Samenanlage steht (Abb. 3.41.d). Das Plazentarleitbündel steht direkt am Fruchtblattrand. Es liegt zentral zwischen den beiden Kanten des Fruchtblattrandes. Wie bei den Lamioideae, Pogostemonoideae und Scutellaria löst sich auch bei den Nepetoideae der ins Fach hineinragende Teil des eingerollten Fruchtblatts vom übrigen Fruchtblatt ab (Abb. 3.39.d; 3.40.e, 3.41.d+e). Im Querschnitt erscheint dieser abgelöste Teil als gleichschenkliges Dreieck. Die beiden gleich langen Seiten stellen die Fruchtblattflächen dar. Sie laufen an der Ablösenaht vom Fruchtblatt zusammen. Die dritte Seite entspricht dem Fruchtblattrand. Mit dieser Seite liegt der abgelöste Teil des Fruchtblatts der Samenanlage an. Weiter oben verwächst der abgelöste Teil über den Fruchtblattrand mit der Samenanlage (Abb. 3.39.e; 3.40.e, 3.41.g+h). Die Verwachsung bleibt über den gesamten oberen Bereich der Samenanlage bestehen. Das Plazentarleitbündel behält dabei seine Lage am 126 ______

Fruchtblattrand bei. Es tritt oben an der Samenanlage in die Chalaza über. Dieser Übertritt erfolgt also über den mit der Samenanlage verwachsenen Fruchtblattrand. Daraus schließen wir auf einen marginalen Plazentationstyp. Das steht im Gegensatz zu der Interpretation Junells, der die Insertion der Samenanlagen der Nepetoideae auch als laminal ansah.

Abb. 3.39.: Abb. 3.40.: Abb. 3.41.: Aufbau der Fruchtknoten von Aufbau des Fruchtknotens Aufbau des Fruchtknotens Nepetoideae, schematisch. von Calamintha nepeta. von Lavandula angustifolia. 127 ______

a b

Abb. 3.42.: Fotos einiger Vertreter: a: Hyssopus officinalis , b: Ocimum basilicum.

Drüsenschuppen und Drüsengewebe Bei den Vertretern der Scutellarioideae befinden sich auf der Innenseite der Fruchtknotenwand Drüsenschuppen mit einzelligem Stiel und mehrzelligem Köpfchen (Lamiaceen-Drüsenschuppen, Merkmal 74 N). Vielleicht werden im Exkretraum Stoffe gespeichert, die einen Fraßschutz gewährleisten und die Entwicklung der Samen sichern. Alle Gattungen bilden an den Karpellrändern leitendes Gewebe aus. Die Epidermiszellen sind in diesem Bereich zu Drüsen umgebildet und sondern Schleim ab. Dieser dient einer Führung der Pollenschläuche. Solche Drüsen können darüber hinaus auf der ganzen Außenseite der eingerollten Karpellwände vorkommen (z.B. Clerodendrum). In den Chloanthoideae ist dagegen neben dem leitenden Gewebe am Fruchtblattrand ein weiteres, an der Scheidewand liegendes vorhanden (Merkmal 75 N).

Abb. 3.43.: Fruchtknoten mit leitendem Gewebe an zwei Zonen (Merkmal 75 N). 128 ______

3.2.4. Früchte

Der Aufbau von Lamiaceen-Früchten wurde in der Literatur schon vielfach beschrieben. (Woj-ciechowska, 1966; Ryding, 1995; Schmidt, E.-M., 1997). Die Autoren hoben in ihren Arbeiten auch den systematischen Stellenwert des Fruchtaufbaus hervor. Ryding (1995) nutzte seine anatomischen Fruchtmerkmale für eine kladistische Analyse der Lamiaceae, in der sich die Nepetoideae sowie die Lamioideae zusammen mit den Pogostemonoideae als zwei Gruppen abzeichneten. Die Früchte der Lamiaceae entwickeln sich im allgemeinen aus einem zweikarpelligen, vierfächrigen Fruchtknoten. In jedem Fach wird ein Same ausgebildet. In vielen Gattungen zerfällt die Frucht bei der Reife entlang der Fächergrenzen in einsamige Teilfrüchte (=Merikarpien, Nüßchen; Merkmal 79). Aus tief lobierten Fruchtknoten mit gynobasischem Griffel entwickeln sich dabei Früchte, deren Merikarpien nur im untersten Bereich miteinander verwachsen sind. Nach Zerfall zeigen die Merikarpien sehr kleine Ansatzstellen. Das Verhältnis Länge der Verwachsungsstelle zu Länge der Teilfrucht beträgt hier weniger als 0,3 (Merkmal 80 R). Die Merikarpien der Früchte, die sich aus unvollständig lobierten Fruchtknoten entwickeln, haben dagegen Ansatzstellen, die sich über die halbe bis ganze Länge des Merikarpiums ausdehnen. Als mittelgroße Ansatzstellen wurden diejenigen gewertet, die ein Verhältnis zur Gesamtlänge der Teilfrucht von 0,3 bis 0,9 aufweisen (Merkmal 81 R). Eine Besonderheit stellen die Früchte von Faradaya und Oxera (beide Ajugoideae) dar. Bei diesen Gattungen gehen aus einem unvollständig vierteiligen Fruchtknoten Früchte hervor, deren Merikarpien nur sehr kleine Ansatzstellen aufweisen. Das Wachstum des lobierten Fruchtknotenbereichs ist hier bei der Entwicklung zur Frucht stark gefördert.

a

Abb. 3.44.: Faradaya splendida. (a) Fruchtknoten, (b) Frucht (aus de Kok & Mabberley, 1999).

Die Merikarpien weisen in der Regel zwei nahezu rechtwinklig zueinander stehende Flächen auf, mit denen sie zwei anderen Merikarpien derselben Frucht benachbart sind. Mit einer dritten, meist abgerundeten Fläche liegen die Merikarpien dem Fruchtkelch an. Im Querschnitt ähneln die Merikarpien daher gleichschenkligen Dreiecken, bei denen die eine Seite deutlich länger und meist abgerundet ist. Sind die Merikarpien im oberen Teil 129 ______abgeflacht, entsteht eine dreieckige Fläche und die Merikarpien wirken wie dreieckig abgeschnitten (Merkmal 101 N). Dieses Merkmal kennzeichnet viele Vertreter der Lamioideae. Die Form der Ansatzstelle der Merikarpien variiert von dreieckig über viereckig und oval hin zu herzförmig. Ausgeprägt herzförmige Ansatzstellen haben die Merikarpien vieler Nepetoideae (Merkmal 102 N).

Abb. 3.45.: Merikarpien von (a) Molucella laevis, (b) Leonurus cardiaca, (c) Acinos alpinus, (d) Calamintha clinopodium, (e) Perowskia abrotanoides, (f) Nepeta nuda, (g) Micromeria croatica und (h) Satureia montana. (a) und (b) weisen oberseits eine dreieckige Fläche auf (Merkmal 101 N), (c) bis (h) haben herzförmige Ansatzstellen (Merkmal 102 N). Maßstab: 10:1.

Bei einigen Clerodendrum-Arten (z.B. C. thomsonae) bleiben die Merikarpien nach Spaltung der Frucht in ihrem untersten Teil aneinander gebunden. Der größte Bereich der Ansatzstellen liegt dann frei und wird nach oben hin präsentiert. Das Gewebe der Ansatzstelle entwickelt sich bei diesen Arten zu einem kräftig gefärbten Arrillus (Merkmal 82). Die Färbung beruht auf Farbstoffen, die in Drüsenhaaren auf der Epidermis akkumuliert werden. Die Epidermis mit den Drüsenhaaren diente als Schleimgewebe im Fruchtknoten der Führung des Pollen- schlauchs.

Abb. 3.46.: Clerodendrum thomsonae. (a) Frucht, (b) Querschnitt durch eine Teilfrucht, Übersicht, (c) Querschnitt durch die Fruchtwand im Bereich der Ansatzstelle (Scheidewand), zellulär. 130 ______

Die nicht zerfallenden Früchte der Lamiaceae sind in der Regel Steinfrüchte mit fleischigem Mesokarp (Merkmal 78 R). Sie enthalten entweder einen mehrsamigen Steinkern oder bis zu vier einsamige Steinkerne. Auch einige zerfallende Lamiaceae-Früchte sind steinfruchtartig (Merkmal 78 R). Sie haben ein fleischiges Mesokarp, und jede Teilfrucht enthält einen einsamigen Steinkern.

Aufbau der Fruchtwand Die Fruchtwand der Lamiaceen-Früchte ist im Querschnitt recht einheitlich aufgebaut. Über einer meist einreihigen inneren Epidermis, dem Endokarp, befindet sich ein mehrreihiges Mesokarp, das nach oben von der äußeren Epidermis, dem Exokarp, begrenzt wird. Das Mesokarp gliedert sich meist in eine innen liegende sklerenchymatische Schicht und eine darüber liegende parenchymatische Schicht.

Abb. 3.47.: Clerodendrum thomsonae, Querschnitt durch die Fruchtaußenwand.

Die Zellen der jeweiligen Schichten können in den einzelnen Unterfamilien und Gattungen unterschiedlich ausgebildet sein. Die Sklerenchymschicht fehlt bei einigen Gattungen oder Arten (z.B. Scutellaria, Leucosceptrum, Caryopteris incana).

Endokarp In der Regel besteht das Endokarp aus einer Zellreihe. Nur selten umfaßt es zwei Zellreihen (z.B. Gmelina). Die Zellen sind entweder dünnwandig oder dickwandig (Merkmal 83 N). Die Wandverdickung kann gleichmäßig sein oder Rippen bzw. ein Netz bilden.

a b c

Abb. 3.48.: Endokarpzellen (a) dünnwandig, (b) mit kontinuierlicher Zellwandverdickung, (c) mit leistenförmiger Zellwandverdickung. (b) und (c) werden mit Merkmal 83N erfaßt. 131 ______

Mesokarp, Sklerenchymschicht Die Sklerenchymschicht umfaßt eine oder mehrere Zellreihen. In einigen Fällen fehlt sie (z. B. bei Scutellaria, Leucosceptrum und Caryopteris incana). Einreihige Sklerenchymschichten sind für Lamioideae, Pogostemonoideae, Nepetoideae und Holmskioldia charakteristisch. Die Sklerenchymzellen sind isodiametrisch bis palisadenförmig. In den Nepetoideae und Lamioideae überwiegen die palisadenförmigen Zellen. Die beiden Unterfamilien unterscheiden sich aber in der Lage und Form des Zellumens. Nepetoideae haben ein zentrales, rundes Zellumen. Die Zellwand ist ringsum gleichmäßig verdickt. Im Querschnitt bildet die Verdickung ein ”O” (Merkmal 85 R). Bei den Lamioideae erweitert sich das Zellumen nach oben zu einer apikalen Höhle. Die obere Zellwand ist sehr dünn. Die Wandverdickung der Zelle formt im Fruchtquerschnitt ein ”U” (Merkmal 84 R).

a b

Abb. 3.49.: Einreihiges Sklerenchym bei (a) Lamioideae und (b) Nepetoideae.

Im mehrreihigen Sklerenchym (Merkmal 86) kommen isodiametrische Steinzellen oder Astrosklereiden vor. Die Zellen haben gleichmäßig verdickte Wände. Meistens ist die Wandstärke aller Zellen der Sklerenchymschicht gleich. In anderen Fällen nimmt die Stärke der Zellwand von den inneren zu den äußeren Sklerenchymzellen ab. Die Sklerenchymschicht kann eine glatte Oberfläche aufweisen oder Rippen bilden. In den Rippen ist die Zahl der Zellreihen erhöht. Die Rippen bilden häufig ein Netzwerk (Merkmal 88 N). Bei trockenen Früchten zeigt sich die netzförmige Oberflächenstruktur der Sklerenchymschicht auch an der Fruchtoberfläche. Sie sind netzrunzelig.

Abb. 3.50.: Mehrreihiges, netzförmiges Sklerenchym bei Rotheca incisa. (a) Einzelnes Merikarpium mit netzrunzeliger Oberfläche von vorn und von der Seite, (b) Querschnitt durch die Fruchtwand. 132 ______

In den Zellen der Sklerenchymschicht befinden sich häufig ein bis mehrere Kristalle (Merkmal 87 R). In den Lamioideae liegt meist ein größerer quaderförmiger Kristall in dem apikalen Zellumen. In dem nach unten schmaler werdenden Lumen liegen meist noch wenige weitere, deutlich kleinere Kristalle (siehe Abb. 3.47.a). In den Nepetoideae fehlen bei vielen Gattungen Kristalle im Sklerenchym. Neben den gleichmäßig verdickten Sklerenchymzellen kommen bei einigen Gattungen zusätzlich Zellen mit rippenartiger oder netzförmiger Wandverdickung vor (Merkmal 90 R). Diese Zellen liegen entweder als eine Schicht oder in Form von Rippen über den Steinzellen bzw. Astrosklereiden. In Caryopteris x cladonensis kommen nur Zellen mit rippenartiger oder netzförmiger Wandverdickung vor.

a b

Abb. 3.51.: Zellen mit leistenförmiger Wandverdickung im Mesokarp. (a) Zellen in Rippen über der gleichmäßig verdickten Sklerenchymzellen bei Ajuga chamaepitys, (b) Zellen in einer Reihe bei Caryopteris x cladonensis.

Bei Tinnea findet sich keine zusammenhängende Sklerenchymschicht. Bei dieser Gattung sind im endokarpnahen Mesokarp Sklerenchymfasern eingestreut (Merkmal 89 N). Die Fasern sind parallel zur Längsachse der Frucht orientiert. Im Fruchtquerschnitt erscheinen sie isodiametrisch. Die Fasern liegen teilweise zu zweit oder zu dritt übereinander.

Abb. 3.52.: Tinnea zambesiaca, Querschnitt durch die Fruchtwand. 133 ______

Mesokarp, Parenchymschicht Die Parenchymschicht des Mesokarps besteht gewöhnlich aus zwei bis vielen Zellreihen. Bei Steinfrüchten bildet in der Regel das Parenchym des Mesokarps die fleischige Schicht. Bei Prasium ist es das Exokarp. Die Zellen des Parenchyms sind dünnwandig. Meistens sind alle Zellen gleich geformt. Bei den Nepetoideae sind dagegen die Zellen der innersten Zellreihe oft vergrößert. Sie sind flach (Merkmal 94) oder ballonförmig (Merkmal 95) und oft so breit wie zwei oder drei Sklerenchymzellen.

a b

Abb. 3.53.: Parenchymschicht des Mesokarps bei Nepetoideae: Zellreihe über der Sklerenchymschicht aus (a) langgestreckten Zellen bei Micromeria croatica, (b) ballonförmigen Zellen bei Ocimum basilicum.

Bei Früchten mit netzigem Sklerenchym ist im Bereich der Sklerenchymbuchten die Zahl der Parenchymzellreihen erhöht. Die Oberfläche der Frucht ist daher zumindest im unreifen Zustand der Frucht glatt. Die fleischigen Früchte behalten die glatte Oberfläche auch bei der Reife bei. Die Parenchymschicht des Mesokarps ist bei den Scutellarioideae nicht gleichmäßig dick. Sie bildet vielzellige Auswüchse, die den Früchten eine papillöse Oberfläche verleihen (Merkmal 96 N). Bei Tinnea sind die Papillen besonders lang ausgezogen und weisen die Form von Haaren auf. Unter den Papillen können luftgefüllte Hohlräume ausgebildet sein (Merkmal 97).

Abb. 3.54.: Scutellaria altissima, Querschnitt durch die Fruchtwand. 134 ______

Exokarp Das Exokarp ist gewöhnlich einreihig und besteht aus dünnwandigen Zellen. Selten sind die Zellen sklerenchymatisch verdickt (z.B. Gmelina). Die Form der Zellen ist meist isodiametrisch oder palisadenförmig. In Einzelfällen (z.B. Prasium) sind die Zellen extrem verlängert. Für Chloanthoideae sind konische Exokarpzellen typisch (Merkmal 92). Im Exokarp der Nepetoideae kommen zwei Zelltypen vor. Neben parenchymatischen Zellen finden sich Schleimzellen, die bei Wasserkontakt eine Schleimhülle um die (Teil-)Frucht bilden. Dieses Phänomen heißt Myxokarpie (Merkmal 93). Die Schleimzellen sind meist viel größer als die parenchymatischen Zellen und getüpfelt (Merkmal 91, siehe Abb. 3.51.). Bei einigen Gattungen sind sie besonders groß. Hier haben sich dann die parenchymatischen Zellen ein- bis mehrmals tangential geteilt und bilden Zellstapel zwischen den Schleimzellen.

b

a c

Abb. 3.55.: Verschieden ausgebildetes Exokarp: (a) fleischiges Exokarp bei Prasium majus (aus Wagner, 1914), (b) konische Exokarpzellen bei Westringia rigida, Exokarp mit großen Schleimzellen und zwischenliegenden Zellstapeln unspezialisierter Zellen bei Plectranthus parvifolius (aus Wagner, 1914). 135 ______3.3. Datensatz und Merkmalsliste

Der Datensatz umfaßt je 128 Merkmale für 80 Arten. Die Merkmale wurden entsprechend der nachfolgenden Merkmalsliste kodiert. Die Kodierung erfolgte binär, d.h. jedes Merkmal wur- de in zwei Ausprägungen formuliert. Die Merkmalsliste beruht ebenso wie die Merkmalsko- dierung auf früheren Arbeiten unserer Arbeitsgruppe (Rimpler et al., 1992; Schmidt, E.-M., 1997; Willmann, 1997). Von diesen Arbeiten wurde zunächst eine Gesamtdatenmatrix er- stellt. Die Merkmalskodierungen wurden für alle Pflanzen überprüft und gegebenenfalls korri- giert, fehlende Merkmale wurden erhoben. Im folgenden wurden einige Merkmale neu gefaßt und durch weitere Merkmalsausprägungen ergänzt. Diese Merkmale wurden mit dem Index R (redefiniert) gekennzeichnet. Zudem wurden neue Merkmale und Arten eingeführt. Die neuen Merkmale tragen den Index N. Aus der resultierenden Datenmatrix wurden für die kladisti- sche Analyse der vorliegenden Arbeit repräsentative Vertreter der Unterfamilien Nepetoideae, Chloanthoideae, Ajugoideae, Viticoideae I (Premna und Gmelina), Scutellarioideae, Pogoste- monoideae und Lamioideae ausgewählt. Von allen Merkmalen der Gesamtdatenmatrix wur- den in die Datenmatrix dieser Arbeit nur diejenigen übernommen, die bei den betrachteten Arten in wenigstens zwei Fällen unterschiedlich waren. Es wurden also weder Autapomor- phien (nur bei einer Art 0 oder 1) noch konstante Merkmale (komplett 0 oder 1) in den Daten- satz aufgenommen. Der Datensatz ist im Anhang abgebildet.

Merkmalsliste

0 - 106 morphologische Merkmale:

0 - 1 Habitus 27 - 42 Krone 69 - 77 Fruchtknoten 2 - 8 Blütenstand 43 - 64 Androeceum 78 - 102 Frucht 9 - 26 Kelch 65 - 68 Pollen 103 - 106 Blatt

107-127 chemische Merkmale

Habitus 0 N Krautige Pflanze: 0 - nein 1 - ja 1 N Liane: 0 - nein 1 - ja 136 ______

Blütenstand 2 Bereicherungstriebe erster Ordnung ohne Unterbau: 0 - nicht vorhanden 1 - vorhanden 3 Bereicherungstriebe zweiter Ordnung ohne Unterbau: 0 - nicht vorhanden 1 - vorhanden 4 Partialinfloreszenzen: 0 - Cymen 1 - Einzelblüten 5 N Basales Internodium der Partialinfloreszenz sehr kurz (<1mm): 0 - nein 1 - ja 6 N Folgeinternodien der Partialinfloreszenz sehr kurz (<2mm): 0 - nein oder Partialinfloreszenz ist eine Einzelblüte 1 - ja 7 N Blütenstiel (oberhalb der Vorblätter) sehr kurz (< 1mm) 0 - nein 1 - ja 8 Partialinfloreszenz ohne Vorblätter: 0 - nein 1 - ja

Bereicherungstriebe 1. Ordnung ohne Unterbau

Bereicherungstriebe 2. Ordnung ohne Unterbau

Bereicherungstriebe 2. Ordnung mit Unterbau

Blütenstiel Vorblätter Folgeinternodien

Grundinternodium Partialinfloreszenz: Einzelblüte Cyme

Abb. 3.56.: Merkmale zum Blütenstand. 137 ______

Kelch 9 Kelch mit vier Zipfeln: 0 - nein 1 - ja 10 Kelchblätter nur wenig verwachsen (Verhältnis Zipfel zu Röhre >3): 0 - nein 1 - ja 11 N Kelchblätter hoch verwachsen (Verhältnis Zipfel zu Röhre <0,3): 0 - nein 1 - ja 12 Kelch trunkat: 0 - nein 1 - ja 13* R Einschnitte zwischen dem obersten und den benachbarten seitlichen Kelchzipfeln tiefer als die anderen Einschnitte: 0 - nein 1 - ja 14 R Einschnitte zwischen den beiden seitlichen und den beiden benachbarten unteren Zipfeln tiefer als die Einschnitte zwischen den seitlichen und dem obersten Zipfel: 0 - nein 1 - ja 15 R Einschnitte zwischen den beiden seitlichen und den beiden benachbarten unteren Zipfeln tiefer als der Einschnitt zwischen den beiden unteren Zipfeln: 0 - nein 1 - ja 16 N Zahl der Kelchnerven = 10: 0 - nein 1 - ja 17 N Zahl der Kelchnerven = 13: 0 - nein 1 - ja 18 N Zahl der Kelchnerven = 15 oder 25: 0 - nein 1 - ja 19 N Zahl der Kelchnerven variabel im Bereich von 10 bis 20: 0 - nein 1 - ja 20 Kelch zur Blütezeit weiß gefärbt: 0 - nein 1 - ja 21 Kelch krugförmig: 0 - nein 1 - ja 22 N Kelch becherförmig: 0 - nein 1 - ja 23 N Kelchzipfel mit aufgesetzter Stachelspitze: 0 - nein 1 - ja 138 ______

24 N Kelchzipfel bogig zugespitzt: 0 - nein 1 - ja 25 N Kelchzipfel abgerundet: 0 - nein 1 - ja 26 N Mesophyll mit Sklerenchymfasern: 0 - nein 1 - ja

Krone 27 Krone mit vier Zipfeln: 0 - nein 1 - ja 28 R Einschnitte zwischen den beiden seitlichen und dem benachbarten unteren Zipfel tiefer als die anderen Einschnitte: 0 - nein 1 - ja 29 R Einschnitte zwischen den beiden seitlichen und den beiden benachbarten oberen Zipfeln tiefer als der Einschnitt zwischen den beiden oberen Zipfeln: 0 - nein 1 - ja 30 R Einschnitte zwischen den beiden seitlichen und den beiden benachbarten oberen Zipfeln tiefer als die Einschnitte zwischen den beiden seitlichen und dem unteren Zipfel: 0 - nein 1 - ja 31 R Einschnitt zwischen den beiden oberen Zipfeln tiefer oder breiter als die anderen Einschnitte: 0 - nein 1 - ja 32 N Obere zwei Kronzipfel zur Seite oder nach unten orientiert 0 - nein 1 - ja 33 N Unterer Kronzipfel länger als die benachbarten seitlichen Zipfel 0 - nein 1 - ja 34 N Kronröhre eng zylindrisch (Verhältnis Länge zu Weite > 10) 0 - nein 1 - ja 35 Unterer Kronzipfel konkav: 0 - nein 1 - ja 36 N Oberlippe helmförmig: 0 - nein 1 - ja 37 Blüte resupinat (um 180° gedreht): 0 - nein 1 - ja 139 ______

38* N Krone mit Aussackung oder Sporn: 0 - nein 1 - ja 39 R Krone innen mit einem schmalen (2-3-reihigen) Haarring unterhalb der Ansatzstelle der Staubblätter: 0 - nein 1 - ja 40 R Krone innen mit einem breiten Haarring unterhalb der Ansatzstelle der Staubblätter: 0 - nein 1 - ja 41 R Krone innen mit einem breiten Haarring in Höhe der Ansatzstelle der Staubblätter: 0 - nein 1 - ja 42 N Unterer Kronzipfel oberseits behaart: 0 - nein 1 - ja

Androeceum 43 4 fertile Stamina: 0 - nein 1 - ja 44 2 fertile Stamina (unten): 0 - nein 1 - ja 45 2 Staminodien (oben): 0 - nein 1 - ja 46 N Antheren synthecisch, öffnen sich mit einem apikalen Riß (siehe Abbildung 3.57.): 0 - nein 1 - ja 47 R Antheren sekund und adaxial genähert (siehe Abbildung 3.57.): 0 - nein 1 - ja 48* R Theken sekund und abaxial genähert (deklinat; siehe Abbildung 3.57.): 0 - nein 1 - ja

Abb. 3.57.: Merkmal 46, Merkmal 47, Merkmal 48

49 R Filamente weit aus der Krone herausragend (>10mm): 0 - nein 1 - ja 50* Staubblätter in der Kronröhre eingeschlossen: 0 - nein 1 - ja 140 ______

51* R Staubblätter unterschiedlich lang, obere zwei Staubblätter länger (siehe Abbildung 3.58.): 0 - nein 1 - ja 52 R Staubblätter unterschiedlich lang, obere zwei Staubblätter kürzer (siehe Abbildung 3.58.): 0 - nein 1 - ja 53 R Staubblätter in unterschiedlicher Höhe der Kronröhre eingefügt, obere zwei Staubblätter sind oberhalb der beiden unteren inseriert (siehe Abbildung 3.58.): 0 - nein 1 - ja 54* R Staubblätter in unterschiedlicher Höhe der Kronröhre eingefügt, obere zwei Staubblätter sind unterhalb der beiden unteren inseriert (siehe Abbildung 3.58.): 0 - nein 1 - ja

Merkmal 51 Merkmal 51 Merkmal 52 Merkmal 52 Merkmal 53 Merkmal 54 Merkmal 53 Merkmal 54

Abb. 3.58.: Merkmale 51 bis 54.

55 Antheren um 90° zum Filament gedreht (siehe Abbildung 3.59.): 0 - nein 1 - ja 56 Zahl der Theken: 0 - zwei 1 - eine 57 Theken konfluent (siehe Abbildung 3.59.): 0 - nein 1 - ja 58 R Theken in einem Winkel von bis zu 160° gespreizt (siehe Abbildung 3.59.): 0 - nein (nicht gespreizt oder stärker gespreizt) 1 - ja 59 R Theken in einem Winkel von 180° gespreizt: 0 - nein 1 - ja 60 Konnektiv überragt die Theken (siehe Abbildung 3.59.): 0 - nein 1 - ja 61* Konnektiv transversal verlängert (siehe Abbildung 3.59.): 0 - nein 1 - ja 141 ______

62 N Antheren mit Anhängseln (siehe Abbildung 3.59.): 0 - nein 1 - ja 63 N Filamente behaart: 0 - nein, oder nur im untersten Bereich behaart 1 - ja 64 N Filamente über Haare miteinander verklebt (siehe Abbildung 3.59.): 0 - nein 1 - ja

Merkmal 55 Merkmal 57 Merkmal 60 Merkmal 61 Merkmal 58 Merkmal 58 Merkmal 58

Merkmal 62 Merkmal 64

Abb. 3.59.: Weitere Staubblattmerkmale.

Pollen 65* Pollen mit 6 Aperturen: 0 - nein 1 - ja 66 N Exine verrucat: 0 - nein 1 - ja 67 N Exine spinulos oder spinos: 0 - nein 1 - ja 68 N Exine suprareticulat oder bireticulat: 0 - nein 1 - ja

Fruchtknoten 69* Plazentation der Samenanlagen: 0 - marginal 1 - laminal 142 ______

70 R Fruchtknoten mit echter Scheidewand: 0 - nein 1 - ja 71 N Fruchtknoten mit Plazentarwand: 0 - nein 1 - ja 72 R Fruchtblattmitten zu falschen Scheidewänden verdickt: 0 - nein 1 - ja 73 N Griffelkanal öffnet sich in die Fruchtknotenfächer: 0 - oberhalb der Insertionshöhe der Samenanlagen 1 - in oder unterhalb der Insertionshöhe der Samenanlagen 74 N Innere Epidermis mit Drüsenschuppen: 0 - nein 1 - ja 75 N Fruchtknotenscheidewand mit zusätzlichem leitenden Gewebe 0 - nein 1 - ja 76* N Samenanlagen basal inseriert: 0 - nein 1 - ja 77 N Samenanlagen hängend: 0 - nein 1 - ja

Frucht 78 R Frucht ist eine Steinfrucht oder steinfruchtartig: 0 - nein 1 - ja 79 Frucht ist eine Zerfallsfrucht (Klausenfrucht): 0 - nein 1 - ja 80 R Ansatzstelle der Teilfrucht klein (Verhältnis zu Gesamtlänge: <0,3): 0 - nein, oder Frucht keine Zerfallsfrucht 1 - ja 81 R Ansatzstelle der Teilfrucht mittelgroß (Verhältnis zu Gesamtlänge zwischen 0,3 und 0,9): 0 - nein, oder Frucht keine Zerfallsfrucht 1 - ja 82 Arillus: 0 - nicht vorhanden 1 -vorhanden 83 N Endokarp sklerenchymatisch: 0 - nein 1 - ja 84 R Mesokarp innen mit einer Reihe U-förmig verdickter Zellen: 0 - nein 1 - ja 143 ______

85 R Mesokarp innen mit einer Reihe O-förmig verdickter Zellen: 0 - nein 1 - ja 86 Mesokarp mit einem mehrreihigen Sklerenchym: 0 - nein 1 - ja 87 R Sklerenchymzellen des Mesokarps mit Kristallen: 0 - nein 1 - ja 88 N Oberfläche des Sklerenchyms im Mesokarp netzförmig: 0 - nein 1 - ja 89 N Mesokarp mit Sklerenchymfasern: 0 - nein 1 - ja 90 R Mesokarp mit ringförmig verdickten Zellen: 0 - nein 1 - ja 91 Exokarp mit einzelnen vergrößerten, getüpfelten Zellen: 0 - nein 1 - ja 92 Exokarpzellen konisch: 0 - nein 1 - ja 93* Myxocarpie: 0 - nicht vorhanden 1 - vorhanden 94* Innerste parenchymatische Zellreihe des Mesokarps besteht aus vertikal gestreckten Zellen: 0 - nein 1 - ja 95* Innerste parenchymatische Zellreihe des Mesokarps besteht aus ballonförmig vergrößerten Zellen: 0 - nein 1 - ja 96 N Oberfläche der Frucht mit parenchymatischen Papillen: 0 - nein 1 - ja 97 Hohlräume im Mesokarp: 0 - nicht vorhanden 1 - vorhanden 98 Fruchtkelch die Frucht komplett einschließend: 0 - nein 1 - ja 99 N Fruchtkelch höchstens halb so lang wie die Frucht: 0 - nein 1 - ja 100 Fruchtkelch rot gefärbt: 0 - nein 1 - ja 144 ______

101 N Teilfrüchte oben dreieckig abgeschnitten: 0 - nein, oder Frucht keine Zerfallsfrucht 1 - ja 102* N Teilfrüchte mit herzförmiger Ansatzstelle: 0 - nein, oder Frucht keine Zerfallsfrucht 1 - ja

Blatt 103* R Blätter fiederig eingeschnitten: 0 - nein 1 - ja 104 R Blätter fingerig eingeschnitten: 0 - nein 1 - ja 105 N Blätter quirlständig: 0 - nein 1 - ja 106 R Extraflorale Nektarien: 0 - nicht vorhanden 1 - vorhanden

Chemische Merkmale 107 Ecdysteroide: 0 - nicht vorhanden 1 - vorhanden 108 11-Oxo-Iridoide: 0 - nicht vorhanden 1 - vorhanden 109 11-Iridoidsäuren: 0 - nicht vorhanden 1 - vorhanden 110 11-Iridoidalkylester: 0 - nicht vorhanden 1 - vorhanden 111 11-Noriridoide: 0 - nicht vorhanden 1 - vorhanden 112 7,8-Dehydro-Iridoide: 0 - nicht vorhanden 1 - vorhanden 113 7,8-Oxido-Iridoide: 0 - nicht vorhanden 1 - vorhanden 114 R 8-Hydroxy-Iridoide: 0 - nicht vorhanden 1 - vorhanden 115* Iridoide mit b-ständigem C-10: 0 - nicht vorhanden 1 - vorhanden 145 ______

116 Iridoide mit a-ständigem C-10: 0 - nicht vorhanden 1 - vorhanden 117 5-Hydroxy-Iridoide: 0 - nicht vorhanden 1 - vorhanden 118* N 5-epi-Iridoide: 0 - nicht vorhanden 1 - vorhanden 119* N 1,5,9-epi-Iridoide: 0 - nicht vorhanden 1 - vorhanden 120 R 6-Hydroxy-Iridoide: 0 - nicht vorhanden 1 - vorhanden 121 7b-Hydroxy-Iridoide: 0 - nicht vorhanden 1 - vorhanden 122 R Iridoide mit Benzoyl- oder Cinnamoylgruppe am Aglykon: 0 - nicht vorhanden 1 - vorhanden 123 R Iridoide mit Benzoy- oder Cinnamoylgruppe am Zucker: 0 - nicht vorhanden 1 - vorhanden 124 R Iridoide mit Monoterpenoylgruppe am Aglykon: 0 - nicht vorhanden 1 - vorhanden 125 N O-Rhamnosyl-Iridoide: 0 - nicht vorhanden 1 - vorhanden 126 R O-Glucosyl-Iridoide: 0 - nicht vorhanden 1 - vorhanden 127 10-Hydroxy-Iridoide: 0 - nicht vorhanden 1 - vorhanden

N - Neue Merkmale gegenüber Schmidt, E.-M. (1997) und Willmann (1997).

R - Redefinierte Merkmale gegenüber Schmidt, E.-M. (1997) und Willmann (1997).

Merkmale, die mit * gekennzeichnet sind, wurden für die zweite kladistische Analyse inaktiviert. Diese Analyse wurde ohne die Vertreter der Nepetoideae durchgeführt. In dem reduzierten Datensatz waren die mit * gekennzeichneten Merkmale nicht informativ.

146 ______3.4. Kladistische Untersuchungen

3.4.1. Einführung in Systematik und Kladistik

Die Systematik ist eine Wissenschaft, die die Vielfalt der Organismen beschreibt und deren Gliederung vornimmt. Das Ziel ist dabei, die Organismen gemäß ihrer stammesgeschichtlichen Entwicklung in Gruppen zu fassen. Die Gruppen sollen nach Möglichkeit nur diejenigen Organismen umfassen, die sich von einer gemeinsamen Stammart ableiten. Die kleinste taxonomische Einheit ist die Art. Arten lassen sich an bestimmten Merkmalen erkennen und beschreiben. Diese Merkmale können über die Zeit umgebildet werden. Dieser Vorgang der Artumwandlung heißt Anagenese und führt zu verschiedenen historischen Rassen innerhalb einer Art. Durch Abgrenzung einzelner Populationen können sich durch unterschiedlichen Selektionsdruck die Merkmale getrennt weiterentwickeln. Bleibt die Abgrenzung lange genug erhalten, resultieren daraus zwei verschiedene Arten, die sich nach Aufhebung der Separation nicht vermischen. Unterschiedliche Artenumwandlung in zwei Populationen einer Art führte somit zur Artenneubildung, der Cladogenese. Diese beiden Arten sind Tochterarten einer gemeinsamen Stammart. Sie sind zueinander Schwesterarten. Die Schwesterarten sind durch Merkmale charakterisiert, die bereits die gemeinsame Stammart aufwies oder erworben hat. Zudem ist mindestens eine der Schwesterarten durch ein zusätzliches Merkmal charakterisiert. Neu erworbene Merkmale heißen Apomorphien. Sie leiten sich von einer ursprünglichen Merkmalsausprägung, der Plesiomorphie, ab. Kennzeichnet eine Apomorphie nur eine Art, so wird sie als Autapomorphie, kennzeichnet sie die letzte gemeinsame Stammart nebst den Tochterarten, so wird sie als Synapomorphie bezeichnet. Schwesterarten

B C Tochterarten Autapomorphie Syn- Cladogenese apomorphie Evolution Rekonstruktion Autapomorphie

Anagenese A Stammart

Abb. 3.60.: Artum- und -neubildung. 147 ______

Alle aus einer gemeinsamen Stammart hervorgehenden Arten bilden eine monophyletische Gruppe. Eine Gruppe, die nur einen Teil der aus einer Stammart hervorgehenden Arten umfaßt, wird als paraphyletisch bezeichnet. Vertreter paraphyletische Gruppen sind durch das Fehlen einer Synapomorpie charakterisiert, welche eine monophyletische Gruppe aus ihrer Mitte abtrennt. Mit dieser monophyletischen Gruppe haben sie jedoch ein anderes Merkmal gemeinsam. Eine Gruppe, die einige, aber nicht alle, von zwei oder mehr Stammarten abgeleiteten Arten umfaßt, wird als polyphyletisch bezeichnet. In der Systematik können nur monophyletische Gruppen als Taxa akzeptiert werden.

paraphyletisch monophyletisch polyphyletisch A B C D E A B C D E

Abb. 3.61.: paraphyletische, monophyletische und polyphyletische Gruppe.

Bei der Rekonstruktion des Stammbaumes wird in der Kladistik die von Hennig seit 1950 entwickelte Methode angewendet. Für die interessierende Artengruppe werden Merkmale erhoben, die ein möglichst breitgefächertes Informationsspektrum über die Arten liefern. Ein breites Merkmalsspektrum ist nötig, um auszuschließen, daß Konvergenzen als Synapomorphien gewertet werden. Konvergenzen sind gleichartige Bildungen in nicht näher verwandten Gruppen, die auf Grund des gleichen Selektionsdruckes entstanden sind. Innerhalb eines Verwandtschaftskreises werden Konvergenzen als Parallelismen bezeichnet. Ein breites Merkmalsspektrum minimiert auch Fehler durch das Auftreten von Merkmalsrückbildungen. In einzelnen Arten einer monophyletischen Gruppe kann nämlich das gemeinsame apomorphe Merkmal fehlen und in die plesiomorphe Ausprägung rückgebildet sein. 1 2 1: Parallelismus 2: Rückbildung

Abb. 3.62.: Parallelismus und Merkmalsrückbildung. 148 ______

Die erhobenen Merkmale werden in einer Datenmatrix zusammengestellt. Diese ist von Rechenprogrammen auswertbar. Um einen gerichteten Stammbaum zu erhalten, der die Merkmalsentwicklung von ursprünglich nach abgeleitet aufzeigt, wird die interessierende Artengruppe, die Innengruppe, mit einer Außengruppe verglichen. Zur Innengruppe sollten nur Arten zählen, für die Monophylie angenommen wird. Als Außengruppe gelten dann alle nicht zu dieser monophyletischen Gruppe gehörenden Arten. Für die Datenauswertung werden aber möglichst diejenigen Arten als Außengruppe verwendet, für die eine nahe Verwandtschaft mit der Innengruppe vermutet wird. Alle Merkmale, in denen sich Innen- und Außengruppe voneinander unterscheiden, werden in der Merkmalsausprägung der Innengruppe als apomorph betrachtet. Bei der Auswertung der Datenmatrix wird nach demjenigen Stammbaum gesucht, der die Verzweigungen zu den Arten mit den wenigsten Merkmalsum- und -neubildungen erklärt (= Prinzip der sparsamsten Erklärung). Es wird dabei angenommen, daß die stammesgeschichtliche Entwicklung direkt und ohne Umwege abgelaufen ist. Aus einer Datenmatrix können oft mehrere gleich sparsame Bäume errechnet werden, von denen jeder mit gleich großer Wahrscheinlichkeit die tatsächlichen Gegebenheiten widerspiegelt. Alle gleich sparsamen Bäume werden dann zu einem strict consensus tree zusammengefaßt, in dem die in den Bäumen unterschiedlichen Verzweigungen als Polytomien dargestellt werden.

Datenmatrix: 2 sparsamste Bäume mit je 3 Schritten strict consensus tree Arten Merkmale a b A B C D A D C B A B C D A 0 0 a: 1 - 0 b: 1 - 0 B 0 1 b: 0 - 1 a: 0 - 1 C 1 1 a: 0 - 1 b: 0 - 1 D 1 0 (A ist Außengruppe)

Abb. 3.63.: Auswertung einer Datenmatrix mit zwei Merkmalen.

Durch Aufnahme weiterer Merkmale kann die Zahl der gleich sparsamen Bäume eventuell reduziert werden. Im Idealfall gibt es als Erklärung für die Datenmatrix nur einen sparsamsten Baum.

149 ______

Datenmatrix: 1 sparsamster Baum mit 5 Schritten Arten Merkmale a b c d A B C D A 0 0 0 0 b: 1 - 0 B 0 1 0 1 c: 0 - 1 a: 0 - 1 C 1 1 1 1 d: 0 - 1 b: 0 - 1 D 1 0 1 1 (A ist Außengruppe)

Abb. 3.64.: Auswertung einer Datenmatrix mit vier Merkmalen.

Eine tiefergehende Darstellung von Systematik und Kladistik findet sich z.B. bei Sudhaus & Rehfeld (1992) sowie Greilhuber (1988).

Berechnung von Kladogrammen

Die Berechnung des sparsamsten Kladogramms ist auf zwei Weisen möglich. Bei der ersten werden alle möglichen Kladogramme berechnet und anschließend das kürzeste ausgewählt. Dabei können aus einem Datensatz mit n Taxa (2n-3)!:[2n-2*(n-2)! ] verschiedene Kladogramme erstellt werden. Nur zwölf Taxa lassen danach bereits mehrere Milliarden Kladogramme zu. Das Verfahren ermittelt zwar genau das sparsamste Kladogramm, kann aber nur für kleine Datensätze unter großem Zeitaufwand angewendet werden. Die Analyse größerer Datensätze scheitert an der zu geringen Speicherkapazität der Rechner. Das zweite Verfahren ist wesentlich schneller. Es ermittelt mit großer Sicherheit den kürzesten Baum, das Vorliegen kürzerer Bäume kann jedoch nicht ausgeschlossen werden. In diesem Verfahren werden in ein Startkladogramm aus drei Taxa nach und nach die anderen Taxa in zufälliger Reihenfolge eingebaut. Dabei wird jedes Taxon an alle bislang bestehenden Äste angefügt. Das oder die jeweils kürzesten vorläufigen Kladogramme werden dann für den nächsten Rechenvorgang mit einem weiteren Taxon ausgewählt und gespeichert. Dieses Taxon wird dann wieder an alle Äste eines jeden der gespeicherten Bäume angefügt usw. Wenn alle Taxa eingebaut sind, wird durch Umstellen und Austauschen der Äste nach einem noch kürzeren Baum gesucht (= “branch-swapping“). Für unsere Untersuchungen wurde das Programm NONA ausgewählt, das über das Windowsprogramm Winclada ver. 0.9.9+ (BETA) (Nixon, 1999) bedienerfreundlich zugänglich ist. NONA ermöglicht durch Vorgabe einiger Parameter einen Einfluß auf die Rechengeschwindigkeit und Qualität der ermittelten Kladogramme. Mit dem Befehl „hold/N“ wird die Zahl der nach Einbau jedes weiteren Taxons zu speichernden, gleich langen vorläufigen Bäume auf N begrenzt. „Mult*N“ ermöglicht die N-malige Wiederholung der 150 ______

Kladogrammerstellung, wobei in jeder Wiederholung die Taxa in veränderter Reihenfolge an ein jeweils unterschiedliches Startkladogramm eingefügt werden. Ein niedriges N bei „hold/N“ und ein hohes N bei „mult*N“ liefern in kurzer Zeit Bäume mit vielen unterschiedlichen Topologien. Ein hohes N bei „hold/N“ und ein niedriges N bei „mult*N“ führen zu Bäumen aus wenigen Topologiegruppen. In jeder Gruppe unterscheiden sich die Bäume nur in der Anordnung der Taxa in den endständigen Verzweigungen. Ein jeweils hohes N bei „hold/N“ und „mult*N“ liefert bei langer Rechenzeit die genauesten Ergebnisse. Der Befehl „max“ startet den Umbau der Äste („branch-swapping“). Alle gespeicherten, gleich sparsamen Bäume werden im „branch-swapping“ auf das Vorliegen kürzerer Bäume hin untersucht. Mit „hold N“ wird die Zahl der gespeicherten, gleich sparsamen Bäume auf N begrenzt. Von allen gefundenen gleich sparsamen Bäumen wird ein consensus tree erstellt. Werden alle in den Bäumen unterschiedlichen Verzweigungen zu Polytomien zusammengefaßt, erhält man einen strict consensus tree. Im majority consensus tree bleibt die Topologie der Mehrheit der Bäume erhalten. An den Verzweigungen werden hier Prozentzahlen angegeben, die besagen, bei wie vielen der Bäume eine solche Verzweigung auftritt. Alle Verzweigungen mit 100% sind auch im strict consensus tree zu finden.

Überprüfen der Qualität des Kladogramms mit Jackknife und Bootstrap

Jackknife (Siddall, 1995) und Bootstrap (Felsenstein, 1985) sind zwei statistische Verfahren, die die Sicherheit der einzelnen Verzweigungen im Kladogramm abschätzen. Beide errechnen unter Auslassung von Taxa oder Merkmalen neue Kladogramme und vergleichen diese mit dem ursprünglichen Kladogramm. Unter der Voraussetzung, daß der Datensatz einen repräsentativen Ausschnitt der real existierenden Merkmale und Taxa umfaßt, müßte auch ein Ausschnitt aus dem Datensatz repräsentativ sein und gleiche Kladogramme liefern. Das Jackknife-Verfahren erstellt vom Gesamtdatensatz mit n Taxa durch Weglassen einzelner Taxa n-1 Teildatensätze. Von allen Teildatensätzen werden anschließend die sparsamsten Kladogramme ermittelt und je ein majority consensus tree erstellt. Alle so erhaltenen majority consensus werden mit dem des Gesamtdatensatzes verglichen. Die prozentuale Verbreitung einer Gruppe aus dem majority consensus tree des Gesamtdatensatzes in denen der Teildatensätze wird als Index an den Verzweigungen angegeben. Ist eine Gruppe in allen majority consensus trees vorhanden, erhält sie an ihrer Verzweigung den Index 1 (100 %-ige Sicherheit in dieser Analyse). Kommt die Verzweigung nur im majority consensus tree des 151 ______

Gesamtdatensatzes vor, ist sie gar nicht abgesichert. An ihrer Verzweigung erscheint der Index 0. Beim Bootstrap-Verfahren wird die Wichtung der Merkmale variiert, die Zahl der Arten bleibt dagegen konstant. In den einzelnen Teildatensätzen werden einzelne Merkmale ausgelassen (Wichtung = 0), andere dagegen stärker bewertet (Wichtung > 1). Die Auswahl der Merkmale erfolgt dabei zufällig. Auch mit bootstrap werden von den Teildatensätzen Kladogramme erstellt, die mit dem des Gesamtdatensatzes verglichen werden. Große Übereinstimmung wird mit Indices nahe eins, geringe Übereinstimmung mit Indices nahe 0 angezeigt. Die Analyseverfahren Jackknife und Bootstrap sind beide im Windowsprogramm Winclada ver. 0.9.9+ (BETA) (Nixon, 1999) enthalten, mit welchem im Rahmen dieser Arbeit gearbeitet wurde.

152 ______

3.4.2. Wahl der Außengruppe

Im Mittelpunkt dieser Arbeit stand, die phylogenetischen Beziehungen zwischen den Scutellarioideae und Viticoideae 1 (Premna und Gmelina) zu klären. Für diese beiden Gruppen wird entsprechend den Ergebnissen von neueren kladistischen Analysen mit molekularen Merkmalen eine enge Verwandtschaft vermutet (Wagstaff et al., 1998). Außerdem sollte in dieser Arbeit die Stellung von Anisomeles geklärt werden. In der Untersuchung von Cantino (1992) mit morphologischen Merkmalen bildete Anisomeles zusammen mit den Pogostemonoideae eine monophyletische Gruppe, worauf er die Gattung zu den Pogostemonoideae stellte (Cantino et al., 1992). Nach Briquet (1895-97) gehört Anisomeles zur Subtribus Lamiinae, deren übrige Vertreter heute alle zu den Lamioideae gezählt werden. In den neueren kladistischen Untersuchungen mit molekularen Merkmalen ist Anisomeles nicht vertreten. Es liegen daher keine weiteren Anhaltspunkte für die Zugehörigkeit von Anisomeles zu den Pogostemono-ideae oder den Lamioideae vor. Um beide Fragen zu klären, mußte die Innengruppe unserer kladistischen Analyse die Unterfamilien Scutellarioideae, Viticoideae 1 (Premna und Gmelina), Pogostemonoideae und Lamioideae enthalten Bei Wagstaff et al. (1998) und Olmstead et al. (1998) bilden diese vier Unterfamilien zusammen mit den Ajugoideae eine monophyletische Gruppe. Da die Innengruppe alle Unterfamilien umfassen sollte, für die nach neuestem Kenntnisstand Monophylie angenommen wird, wurden auch die Ajugoideae in unsere Analyse einbezogen.

Ajugoideae Viticoideae 1 Viticoideae 1 Ajugoideae Scutellarioideae Scutellarioideae Lamioideae Lamioideae Pogostemonoideae Pogostemonoideae

Abb. 3.65.: Monophyletische Gruppe aus Ajugoideae, Viticoideae 1, Scutellarioideae, Lamioideae und Pogostemonoideae in Wagstaff et al. (1998), links, und Olmstead et al. (1997), rechts.

Als Außengruppe kommen nun die nächsten Verwandten der Innengruppe aus Ajugoideae, Viticoideae I, Scutellarioideae, Pogostemonoideae und Lamioideae in Frage. Entsprechend der Kladogramme von Wagstaff et al. (1998) und Olmstead et al. (1997) zählen die Chloanthoideae und die Viticoideae 2 und 3 zu den engsten Verwandten unserer Innengruppe. 153 ______

Die jeweils aufgenommenen vier Arten aus Viticoideae 2 und 3 bildeten in beiden Analysen jeweils drei Gruppen (eine davon Viticoideae 2), die jedoch in den beiden Kladogrammen unterschiedliche Stellungen einnahmen. Daher waren die Viticoideae 2 und 3 gegenüber den Chloanthoideae weniger als Außengruppe geeignet. Als weitere Außengruppe kamen die Nepetoideae in Frage. Sie bilden eine durch zahlreiche einmalige Synapomorphien charakterisierte Gruppe in basaler Stellung zu den meisten übrigen Lamiaceen. Außerhalb der Nepetoideae liegen bei Wagstaff et al. (1998) nur Congea (Symphorematoideae) und Callicarpa (Viticoideae 3) und bei Olmstead et al. (1997) Congea und eventuell Tectona (Viticoideae 3), Petitia und Vitex (beide Viticoideae 2).

Innengruppe Innengruppe Chloanthoideae Chloanthoideae Vitex (Viticoideae 2) Callicarpa (Viticoideae 3) Petitia (Viticoideae 2) Tectona (Viticoideae 3) Tectona (Viticoideae 3) Petitia (Viticoideae 2) Nepetoideae Vitex (Viticoideae 2) Callicarpa (Viticoideae 3) Nepetoideae Congea Congea

Abb. 3.66.: Verwandtschaftsbeziehungen im Bereich der Außengruppen: links: Wagstaff et al. (1998); rechts: Olmstead et al. (1997).

Für unsere kladistischen Analysen wurden die Unterfamilien Chloanthoideae und Nepetoideae ausgewählt. Es wurden zwei Analysen durchgeführt. Bei der ersten wurden die Chloanthoideae als Außengruppe verwendet, bei der zweiten die Nepetoideae. Bei Verwendung der Nepetoideae wurde die Innengruppe um die Chloanthoideae erweitert, da diese Unterfamilie nach Wagstaff et al. (1998) und Olmstead et al. (1997) innerhalb der Nepetoideae liegt und zum Verwandtschaftskreis von Ajugoideae, Viticoideae 1, Scutellarioideae, Pogostemonoideae und Lamioideae gehört. 154 ______

3.4.3. Analyse 1: Nepetoideae als Außengruppe

In diese Analyse ging der gesamte, im Anhang abgebildete Datensatz ein. Er umfaßt die Un- terfamilien Nepetoideae, Chloanthoideae, Viticoideae I (Premna und Gmelina), Scutella- rioideae, Pogostemonoideae und Lamioideae. Aus den mit 17 Arten vertretenen Nepetoideae wurde Lavandula angustifolia als Außengruppe gewählt. Lavandula nimmt bei Wagstaff et al. (1995) eine basale Position innerhalb der Nepetoideae ein. Die kladistische Analyse wurde mit NONA durchgeführt. Als Ergebnis der kladistischen Analyse wurden 216 gleich sparsame Kladogramme mit einer Länge von je 546 Schritten erhalten. Der Konsistenzindex (CI) betrug 0.23 und der Reten- tionsindex (RI) 0.76. Von allen Bäumen wurde ein majority consensus tree erstellt. Für die Darstellung der Merkmalsverteilung mittels Winclada (Nixon, 1999) wurde aus den spar- samsten Bäumen einer gewählt, der in seiner Topologie dem majority consensus tree glich. Der majority consensus tree zeigte die von den Nepetoideae abgesetzte Innengruppe, innerhalb derer sich vier Gruppen (I-IV) abzeichneten. Sie sind durch Bootstrap- und Jackknife-Werte zwischen 0,57 und 0,81 abgesichert. Die Kladogramme mit Jackknife- und Bootstrap-Werten sind im Anhang abgebildet. Zwei dieser Gruppen (I und III) repräsentieren eigene Unterfamilien, die anderen Gruppen (II und IV) umfassen je zwei Unterfamilien (II-a und II-b; IV-a und IV-b). An die Nepetoideae schließt sich die Gruppe I an, die die Ajugoideae umfaßt. Der Bootstrap- Wert dieser Gruppe beträgt 0,57, der Jacknife-Wert 0.58. Die Gruppe I ist durch folgende Synapomorphien charakterisiert: unterer Blütenzipfel konkav (35:1), Kronröhre innen mit Haarring in Insertionshöhe der Staubblätter (40:1) und Vorhandensein von 5-Hydroxy- Iridoiden (117:1). Innerhalb der Ajugoideae nehmen Caryopteris incana und Caryopteris x cladonensis zusammen eine basale Stellung ein (Gruppe I-a). Alle anderen Ajugoideae formen eine von ihnen abgetrennte Gruppe (I-b), die durch das Fehlen retikulater Pollen (68:0) sowie einen besonders tiefen oder breiten Schlitz zwischen den oberen beiden Kronzipfeln (31:1) gekennzeichnet ist. Letzteres Merkmal stellt eine einmalige Synapo- morphie dar. Innerhalb der Gruppe I-b zeichnen sich zwei Untergruppen ab (I-b1 und I-b2), die sich jeweils an weitere Caryopteris-Arten sowie Trichostema lanatum anschließen. Die Gattung Caryopteris stellt in dieser Analyse also kein monophyletisches Taxon dar. Zur

Gruppe I-b1 gehören Spartothamnella, Teucridium, Teucrium und Ajuga. Die Gruppe ist durch das Auftreten folgender Syn-apomorphien charakterisiert: Einzelblüten als Partialinfloreszenzen (4:1), Blütenkronen mit fehlender Oberlippe (alle fünf Blütenzipfel sind 155 ______

Abb. 3.67.: Analyse 1: majority consensus tree von 216 gleich sparsamen Kladogrammen. 156 ______

Abb. 3:68.: Analyse 1: Eines der sparsamsten Kladogramme. Die Innengruppe gliedert sich in vier Gruppen (I- IV). In Gruppe I stehen die Ajugoideae. Innerhalb dieser Unterfamilie zeichnen sich Untergruppen ab (I-a, I-b1, I-b2). Gruppe II umfaßt die Viticoideae 1 (II-a) und die Scutellarioideae (II-b). In Gruppe III stehen die Chloanthoideae. Die Pogostemonoideae (IV-a) und die Lamioideae (IV-b) formen zwei Teilgruppen der Gruppe IV. 157 ______

Abb. 3.69.: Analyse 1: Ausschnitt aus einem der sparsamsten Kladogramme: Nepetoideae und Anschluß der Innengruppe. Ausgefüllter Kreis: Einmalige Synapomorphie; Nummer des Merkmals über dem Kreis; Merkmalsausprägung (0/1) unter dem Kreis. Nicht ausgefüllter Kreis: Parallelismus oder Merkmalsrückbildung; Nummer des Merkmals über dem Kreis; Merkmalsausprägung (0/1) unter dem Kreis. 158 ______

Abb. 3.70.: Analyse 1: Ausschnitt aus einem der sparsamsten Kladogramme: Gruppe I: Ajugoideae. Ausgefüllter Kreis: Einmalige Synapomorphie; Zahl über dem Kreis: Nummer des Merkmals; Zahl unter dem Kreis: Merkmalsausprägung (0/1). Nicht ausgefüllter Kreis: Parallelismus oder Merkmalsrückbildung; Zahl über dem Kreis: Nummer des Merkmals; Zahl unter dem Kreis: Merkmalsausprägung (0/1). 159 ______abwärts gerichtet und bilden eine fünfzipfelige Unterlippe (32:1), bei Ajuga aber 0) und Fruchtknoten, bei denen sich der Griffelkanal in oder unterhalb der Insertionshöhe der

Samenanlagen in die Fruchtknotenfächer öffnet (73:1). Gruppe I-b2 umfaßt eine Gruppe aus Clerodendrum spinescens und Rotheca, eine Gruppe aus Faradaya und Oxera und eine Gruppe mit den übrigen Clerodendrum-Arten. Auch Clerodendrum ist demnach nicht monophyletisch. Die Gruppe aus Clerodendrum spinescens und Rotheca ist durch eine einmalige Synapomorphie gekennzeichnet. Sie führen 11-Oxo-Iridoide (108:1, Clerodendrum spinescens wurde allerdings noch nicht phytochemisch untersucht). Außerdem sind die Fruchtkelche nur höchstens halb so lang wie die Frucht (99:1). In der sich an die Ajugoideae anschließenden Gruppe II sind die Unterfamilien Scutellario- ideae und Viticoideae II über die Synapomorphie „hochverwachsene Kelche“ (11:1) vereint. Die Gruppe wird durch Bootstrap- und Jackknife-Werte von 0.62 bzw. 0.65 gestützt. Die Scutellarioideae bilden einen Ast innerhalb der Gruppe II (Gruppe II-b). Sie werden durch folgende einmalige Synapomorphien charakterisiert: Fruchtknoten mit Drüsenschuppen auf der inneren Epidermis (74:1) und Früchte mit parenchymatischen Papillen auf der Oberfläche (96:1). Außerdem haben sie 13-nervige, trunkate Kelche (17:1 und 12:1) und in unterschiedlicher Höhe inserierte Staubblätter (die hinteren sind höher inseriert, 53:1), die über Haare an den Filamenten miteinander verbunden sind (63:1 und 64:1). Einen zweiten Ast innerhalb der Gruppe II bilden die Viticoideae I (Gruppe II-a). Sie haben becherförmige Kelche mit variabler Nervenzahl zwischen 10 und 20 (22:1 und 19:1) und bilden nicht zerfallende Steinfrüchte aus (78:1 und 79:0). An die Gruppe II schließt sich die Gruppe III an, die die Chloanthoideae umfaßt. Die Bootstrap- und Jacknife-Werte liegen für diese Gruppe bei 0.77 bzw. 0.81. Die Gruppe wird durch eine einmalige Synapomorphien charakterisiert. Sie haben im Fruchtknoten neben dem leitenden Gewebe am Fruchtblattrand ein weiteres an der Scheidewand (75:1). Weitere Synapomorphien sind Einzelblüten als Partialinfloreszenzen (4:1) und Zerfallsfrüchte, deren Merikarpien mittelgroße Ansatzstellen (81:1) und ein mehrreihiges Sklerenchym (86:1) mit netzförmiger Oberfläche haben (88:1). Diese Fruchtmerkmale kommen auch bei den meisten Ajugoideae (Gruppe I) vor. Die Chloanthoideae teilen sich in die Tribus Chloantheae und Prostanthereae auf. Die Chloantheae haben nur wenig verwachsene Kelchzipfel (10:1) und einen breiten Haarring in der Krone unterhalb der Insertionshöhe der Stamina (40:1). Die Prostanthereae werden durch einen breiten Haarring im Innern der Kronröhre auf Insertionshöhe der Stamina (41:1) und durch Früchte mit konischen Exokarpzellen charakterisiert (92:1) Das letztere Merkmal stellt eine einmalige Synapomorphie dar. 160 ______

An die Gruppe III ist die Gruppe IV angeschlossen. Sie umfaßt die Pogostemonoideae (IV-a) und die Lamioideae (IV-b) und ist mit Bootstrap- und Jackknife-Werten von 0,67 und 0.72 gut gestützt. Die Gruppe ist durch ein sehr kurzes Basalinternodium im Bereich der Partialinfloreszenz (5:1), behaarte Filamente (63:1), stark lobierte Fruchtknoten (73:1 und 80:1) sowie das Vorkommen von 7,8-Dehydroiridoiden (112:1) gekennzeichnet. Die Pogostemonoideae weisen als einmalige Synapomorphie synthecische Antheren auf, die sich mit einem apikalen Riß öffnen (46:1). Zudem liegt bei den Kronen eine 4:1-Symmetrie vor (28:1). Die Pogostemonoideae sind durch Leucosceptrum und Pogostemon vertreten. Anisomeles schließt sich in dieser Analyse den beiden Gattungen nicht an. Synapomorphien der Lamioideae sind unter anderem eine 2:3-Symmetrie der Kronen (30:1) sowie Staubblätter, deren Filamente über Haare miteinander verklebt sind (64:1) und bei denen die beiden hinteren höher inseriert sind (53:1). Diese Staubblattmerkmale liegen auch bei den Scutellarioideae (Gruppe II-b) vor. Ein Teil der Lamioideae (hier Sideritis, Prasium, Leonurus, Lamium und Phlomis) sind durch Sklerenchymfasern im Mesophyll des Kelches charakterisiert (26:1). Anisomeles erscheint in dieser Analyse als Teil der Lamioideae. Die Lamioideae inklusive Anisomeles werden durch Bootstrap- und Jackknife-Werte von 0,67 und 0.74 gut gestützt. Im Kladogramm wird die Innengruppe über folgende Synapomorphien von den Nepetoideae abgegrenzt: laminale Plazentation der Samenanlagen (69:1), Vorhandensein von 8-a-C- Iridoiden (Iridoiden der Normalreihe, 116:1). Der Anschluß der Gruppe III (Chloanthoideae) an Gruppe II (Scutellarioideae und Viticoideae 1) erfolgt im Kladogramm über chemische Merkmale. Die Gruppe II ist durch das Vorkommen von Catalpol bzw. Catalpolderivaten charakterisiert, was auch für einen Teil der Chloanthoideae typisch ist (113:1 und 127:1). Weil auch die Pogostemonoideae (Gruppe IV-a) und teilweise die Lamioideae (Gruppe IV-b; z.B. Physostegia und Anisomeles) Catalpol oder Iridoide mit dessen Teilstrukturen führen, sind diese wiederum an die Chloanthoideae (Gruppe III) angeschlossen. Weitere gemeinsame Merkmale zwischen den Gruppen III und IV sind die sehr kurzen Blütenstiele (7:1) und das Fehlen falscher Scheidewände im Fruchtknoten (72:0). 161 ______

Abb. 3.71.: Analyse 1: Ausschnitt aus einem der sparsamsten Kladogramme: Gruppen II, III und IV. Ausgefüllter Kreis: Einmalige Synapomorphie; Zahl über dem Kreis: Nummer des Merkmals; Zahl unter dem Kreis: Merkmalsausprägung (0/1). Nicht ausgefüllter Kreis: Parallelismus oder Merkmalsrückbildung; Zahl über dem Kreis: Nummer des Merkmals; Zahl unter dem Kreis: Merkmalsausprägung (0/1). 162 ______

3.4.4. Analyse 2: Chloanthoideae als Außengruppe

In diese Analyse sind alle Arten aus der Analyse 1 außer den Vertretern der Nepetoideae eingegangen. Sie umfaßt Chloanthoideae, Ajugoideae, Viticoideae 1, Scutellarioideae, Pogostemonoideae und Lamioideae. Als Außengruppe wurde Westringia eremicola aus den Chloanthoideae gewählt. In dem resultierenden Datensatz waren durch Ausschluß der Nepetoideae 18 Merkmale nicht mehr informativ (Merkmale 13, 38, 48, 50, 51, 54, 61, 65, 69, 76, 93, 94, 96, 102, 103, 115, 118 und 119). Diese wurden für die Berechnung der Kladogramme inaktiviert. Die Merkmalsnummern der übrigen Merkmale änderten sich dabei nicht. Als Ergebnis wurden 2028 gleich sparsame Kladogramme mit einer Länge von je 425 Schritten erhalten. Der Konsistenzindex (CI) betrug 0.25 und der Retentionsindex (RI) 0.75. Von allen 2028 Kladogrammen wurde ein majority consensus tree erstellt. Die Sicherheit seiner Verzweigungen wurde mit der Bootstrap- und der Jackknife-Methode überprüft. Beide Methoden sicherten die Hauptgruppen mit Werten zwischen 0,6 und 1 ab und unterstützen die Topologie des Kladogramms gut. Der majority consensus tree zeigt drei Gruppen (I-III), deren Stellung zueinander jedoch nicht aufgelöst ist. Für die Darstellung der Merkmalsverteilung wurden deswegen zwei der sparsamsten Kladogramme ausgewählt, bei denen die drei Gruppen jeweils verschieden angeordnet sind. An den Verzweigungen der ausgewählten Kladogramme ist jeweils angegeben, bei wieviel Prozent aller Kladogramme eine solche Verzweigung auftritt. Gruppe I umfaßt die Unterfamilien Pogostemonoideae und Lamioideae. Innerhalb der Gruppe I bilden diese beiden Unterfamilien Schwestergruppen zueinander. Wie bei Analyse 1 steht Anisomeles bei den Lamioideae und nicht bei den Pogostemonoideae. Gruppe II wird von den Scutellarioideae und den Viticoideae 1 gebildet. Die beiden Unterfamilien werden über die Synapomorphien „hochverwachsener Kelch“ (11:1) und „Fehlen von 8-Hydroxy-Iridoiden“ (114:0) vereint. Die Gruppe III wird von den Ajugoideae gebildet. Die Gruppe bildet nur in 20% aller gleich sparsamen Bäume die gleichen Untergruppen wie in Analyse 1. In dem anderen Teil der Kladogramme steht Ajuga basal und alle anderen Vertreter der Unterfamilie schließen sich kettenförmig daran an („chaining“). Als einzige monophyletische Gruppen in der sonst schlecht aufgelösten Unterfamilie stehen Clerodendrum spinescens und Rotheca, Faradaya und Oxera sowie die übrigen Clerodendrum-Arten am Ende des Ajugoideae-Astes. 163 ______

Abb. 3.72.: Analyse 2: majority consensus tree von 2028 gleich sparsamen Kladogrammen. 164 ______

Abb. 3.73.: Analyse 2: Eines der sparsamsten Kladogramme. Die Innengruppe gliedert sich in drei Gruppen (I- III). In Gruppe I stehen die Pogostemonoideae (I-a) und die Lamioideae (I-b). Gruppe II umfaßt die Viticoideae 1 (II-a) und die Scutellarioideae (II-b). In Gruppe III stehen die Ajugoideae. 165 ______

Abb. 3.74.: Analyse 2: Ausschnitt aus einem der sparsamsten Kladogramme: Chloanthoideae, Pogostemonoideae (I-a), Lamioideae (I-b), Viticoideae 1 (II-a) und Scutellarioideae (II-b). Ausgefüllter Kreis: Einmalige Synapomorphie; Zahl über dem Kreis: Nummer des Merkmals; Zahl unter dem Kreis: Merkmalsausprägung (0/1). Nicht ausgefüllter Kreis: Parallelismus oder Merkmalsrückbildung; Zahl über dem Kreis: Nummer des Merkmals; Zahl unter dem Kreis: Merkmalsausprägung (0/1). 166 ______

Abb. 3.75.: Analyse 2: Ausschnitt aus einem der sparsamsten Kladogramme: Gruppe III: Ajugoideae. Ausgefüllter Kreis: Einmalige Synapomorphie; Zahl über dem Kreis: Nummer des Merkmals; Zahl unter dem Kreis: Merkmalsausprägung (0/1). Nicht ausgefüllter Kreis: Parallelismus oder Merkmalsrückbildung; Zahl über dem Kreis: Nummer des Merkmals; Zahl unter dem Kreis: Merkmalsausprägung (0/1). 167 ______

Abb. 3.76.: Analyse 2: Ein weiteres Kladogramm mit 425 Schritten. Die Gruppen I, II und III stehen in einer anderen Reihenfolge an den Verzweigungen. In Gruppe III stehen die Ajugoideae, in Gruppe I die Pogostemonoideae (I-a) und Lamioideae (I-b). Gruppe II umfaßt die Viticoideae 1 (II-a) und die Scutellarioideae (II-b). 168 ______

Abb. 3.77.: Analyse 2: Ausschnitt aus dem zweiten sparsamsten Kladogramm: Chloanthoideae und Anschluß der Innengruppe. Ausgefüllter Kreis: Einmalige Synapomorphie; Zahl über dem Kreis: Nummer des Merkmals; Zahl unter dem Kreis: Merkmalsausprägung (0/1). Nicht ausgefüllter Kreis: Parallelismus oder Merkmalsrückbildung; Zahl über dem Kreis: Nummer des Merkmals; Zahl unter dem Kreis: Merkmalsausprägung (0/1).

169 ______

Abb. 3.78.: Analyse 2: Ausschnitt aus dem zweiten sparsamsten Kladogramm: Gruppe III: Ajugoideae. Ausgefüllter Kreis: Einmalige Synapomorphie; Zahl über dem Kreis: Nummer des Merkmals; Zahl unter dem Kreis: Merkmalsausprägung (0/1). Nicht ausgefüllter Kreis: Parallelismus oder Merkmalsrückbildung; Zahl über dem Kreis: Nummer des Merkmals; Zahl unter dem Kreis: Merkmalsausprägung (0/1). 170 ______

Abb. 3.79.: Analyse 2: Ausschnitt aus dem zweiten sparsamsten Kladogramm: Gruppe I: Pogostemonoideae (I- a) und Lamioideae (I-b); Gruppe II: Viticoideae 1 (II-a) und Scutellarioideae (II-b). Ausgefüllter Kreis: Einmalige Synapomorphie; Zahl über dem Kreis: Nummer des Merkmals; Zahl unter dem Kreis: Merkmalsausprägung (0/1). Nicht ausgefüllter Kreis: Parallelismus oder Merkmalsrückbildung; Zahl über dem Kreis: Nummer des Merkmals; Zahl unter dem Kreis: Merkmalsausprägung (0/1). 171 ______4. Diskussion

In unseren kladistischen Analysen wurde die nach Wagstaff et al. (1998), Olmstead et al. (1998) und Cantino et al. (1999) monophyletische Gruppe aus Ajugoideae, Scutellarioideae, Viticoideae 1 (Premna und Gmelina), Pogostemonoideae und Lamioideae (Innengruppe) untersucht. Als Außengruppe wurden in einer ersten Analyse die Nepetoideae gewählt. In diese Analyse wurden auch die Chloanthoideae einbezogen. Alle 216 gleich sparsamen Kladogramme dieser Analyse zeigten vier Gruppen in gleicher Anordnung: I - Ajugoideae, II - Scutellarioideae und Viticoideae 1, III - Chloanthoideae und IV - Pogostemonoideae und Lamio-ideae. Obwohl alle Kladogramme eine hohe Übereinstimmung zeigen, können daraus keine Verwandtschaftsbeziehungen zwischen den vier Gruppen abgeleitet werden. Nach Wagstaff et al. (1998), Olmstead et al. (1998) und Cantino et al. (1999) stehen nämlich zwischen den Nepetoideae, den Chloanthoideae und der Innengruppe einzelne Gattungen der Viticoideae. Diese wurden nicht in unsere Analyse einbezogen, sie hätten aber mit großer Wahrscheinlichkeit einen Einfluß auf die Anordnung der vier Gruppen. So kann die in unserer ersten Analyse aufgezeigte Verwandtschaft der Chloanthoideae zu der Gruppe aus Lamioideae und Pogostemonoideae nicht als neue Erkenntnis gewertet werden. Bei Wagstaff et al. (1998), Olmstead et al. (1998) und Cantino et al. (1999) schlossen sich die Chloanthoideae den Nepetoideae an und nahmen damit eine basale Stellung innerhalb der Lamiaceae ein. Eine bessere Wiedergabe der aus unserem Datensatz ableitbaren Zusammenhänge zeigten die Kladogramme unserer zweiten Analyse. In dieser wurden die Chloanthoideae als Außengruppe gewählt. Als Ergebnis wurden mit einer Anzahl von 2028 sehr viele gleich sparsame Bäume gefunden. Diese unterschieden sich insbesondere in der Stellung dreier Gruppen. Im majority consensus tree erscheinen daher die basalen Verzweigungen zu den Gruppen als Polytomie. Die Gruppen entsprechen denen der ersten Analyse: I - Ajugoideae, II - Scutellarioideae und Viticoideae 1, III - Lamioideae und Pogostemonoideae. In der zweiten Analyse wird sehr deutlich, daß unser Datensatz zwar konkrete Aussagen über die Verwandtschaftsbeziehungen innerhalb dieser Gruppen, aber keine über die phylogenetischen Zusammenhänge zwischen den Gruppen erlaubt. Eine der Gruppen im majority consensus tree der zweiten Analyse umfaßt die Scutellarioideae und die Viticoideae 1. Die beiden Unterfamilien bilden zwei getrennte Äste innerhalb der Gruppe. Somit wird die schon bei Wagstaff et al. (1998), Olmstead et al. (1998) und Cantino et al. (1999) gezeigte Monophylie der Viticoideae 1 durch unsere Analyse 172 ______bestätigt. Bei Wagstaff et al. (1998) waren die Viticoideae 1 Schwestergruppe zu einer Gruppe, in der die Scutellarioideae basal standen und sich Pogostemonoideae und Lamioideae daran anschlossen. Viticoideae 1 und Scutellarioideae bildeten somit eine paraphyletische Gruppe. Allerdings war die Monophylie der Gruppe aus Viticoideae 1, Scutellarioideae, Pogostemonoideae und Lamioideae durch kleine Bootstrap-Werte nur schwach belegt.

I Ajugoideae Ajugoideae Gmelina Gmelina II Premna Premna Scutellarioideae Scutellarioideae III Lamioideae Lamioideae Pogostemonoideae Pogostemonoideae Chloanthoideae Chloanthoideae Petitia Vitex Tectona Callicarpa Nepetoideae Symphorematoideae outgroup Abb. 4.1.: Majority consensus tree der Analyse 2 (links), sparsamstes Kladogramm von Wagstaff et al. (1998) (rechts), innerhalb der Unterfamilie Viticoideae sind die Gattungen einzeln dargestellt, sonst wurden nur Unterfamilien (fettgedruckt) eingezeichnet.

In unserer Analyse sind die Viticoideae 1 nur zu den Scutellarioideae Schwestergruppe. Viticoideae 1 und Scutellarioideae bilden somit eine monophyletische Gruppe. Die Monophylie wird im Vergleich zu Wagstaff (1998) durch hohe Jackknife- und Bootstrap- Werte (jeweils 0.83) gestützt. Außerdem ist diese Gruppe gut durch morphologische und chemische Merkmale charakterisiert: Die Vertreter von Scutellarioideae und Viticoideae 1 weisen hochverwachsene Kelche auf. Bei den Scutellarioideae, aber auch bei einigen Premna- und Gmelina-Arten sind die Kelche sogar trunkat. Die Vertreter von Scutellarioideae und Viticoideae 1 führen Catalpol. Diese Verbindung wird zwar auch in anderen Gattungen der Lamiaceae akkumuliert (z. B. Westringia, Pogostemon, Leucosceptrum), bei den Scutellarioideae und Viticoideae 1 liegt das Catalpol aber nicht nur in freier Form, sondern auch als acyliertes Derivat vor. So führen Premna, Gmelina (beide Viticoideae 1) und Holmskioldia (Scutellarioideae) acylierte Derivate von Rhamnopyranosylcatalpol. Solche Verbindungen sind bislang in keinem weiteren Vertreter der Lamiaceae nachgewiesen worden. Tinnea und Scutellaria zeichnen sich durch Catalpolderivate aus, die am Aglykon 173 ______acyliert sind. Aufgrund der mehrfachen Unterstützung der Monophylie schlagen wir vor, die Gattungen Premna und Gmelina in die Scutellarioideae einzugliedern.

Abb. 4.2.: Kelche von Vertretern der Scutellarioideae und Viticoideae 1.

O O

O O HO H HO HO H3C OH O O O H H b HO HO O- -D-Glc H O O Speciosid H (Tinnea) O-b-D-Glc O O HO H Saccatosid O O O-b-D-Glc (Premna, Gmelina, Holmskioldia) Scutellariosid (Scutellaria)

OH

Abb. 4.3.: Catalpolderivate aus den Scutellarioideae und den Viticoideae 1.

In unserer zweiten kladistischen Analyse bilden die Pogostemonoideae und Lamioideae eine weitere monophyletische Gruppe. Die beiden Unterfamilien sind hier wie bei Wagstaff & Olmstead (1997), Wagstaff et al. (1998), Olmstead et al. (1998) und Cantino et al. (1999) 174 ______

Schwestergruppen. Anisomeles erscheint bei den Lamioideae. Letztmals wurde Anisomeles bei Cantino (1992) in eine kladistische Analyse einbezogen. Dort stand Anisomeles bei den Pogo-stemonoideae. Diese Stellung beruhte auf den mit Pogostemon gemeinsamen bärtig behaarten Staubblättern. Dieses Merkmal ist allerdings keine Synapomorphie aller Pogostemonoideae. Daher räumten Cantino et al. (1992) in ihrer Revision der Lamiaceen- Unterfamilien Zweifel über die von ihnen vorgeschlagene Zuordnung von Anisomeles in die Pogostemonoideae ein.

Leucosceptrum Anisomeles Pogostemon Pogostemon Physostegia Colebrookia Anisomeles Galeopsis Sideritis Lamium Melittis Molucella Prasium Physostegia Leonurus Prasium Lamium Phlomis Nepetoideae

Abb. 4.4.: Links: Ausschnitt aus dem majority consensus tree der Analyse 2 (Gruppe III): Pogostemonoideae (kursiv gedruckt) und Lamioideae (normal gedruckt); Anisomeles (fett gedruckt) steht bei den Lamioideae; rechts: Ausschnitt aus dem strict consensus tree von Cantino (1992): Pogostemonoideae (kursiv gedruckt) und Lamioideae (normal gedruckt); Anisomeles (fett gedruckt) steht bei den Pogostemonoideae.

Durch unsere kladistische Analyse kann die Einteilung von Cantino et al. (1992) nicht unter- stützt werden. Die Pogostemonoideae bilden bei uns eine durch hohe Bootstrap- und Jack- knife-Werte (jeweils 0,77) und die einmalige Synapomorphie „synthecische Antheren“ gut abgesicherte Gruppe. Anisomeles schließt sich hier nicht an. Diese Gattung steht bei den durch mittlere Bootstrap- und Jackknife-Werte (jeweils 0,60) gestützten Lamioideae. Anisomeles sollte daher nicht in die Pogostemonoideae, sondern in die Lamioideae gestellt werden. Die Lamioideae sind in unserer Analyse bis auf die Gattung Lamium gut aufgelöst. Die drei einbezogenen Lamium-Arten erscheinen nicht an einem Ast. Grund dafür sind die unter- schiedlichen Nachweismethoden der Iridoidführung. Die in Lamium purpureum und L. maculatum gefundenen Iridoide wurden in einem Screening-Verfahren papierchromatogra- phisch nachgewiesen (Adema, 1968). L. amplexicaule wurde dagegen gründlich untersucht (Inouye et al., 1977; Agostini et al., 1982; Guiso & Martino, 1983; Kobayashi et al., 1986). 175 ______

Mit spektroskopischen Methoden wurden neben den Hauptkomponenten auch weitere, nur in Spuren vorhandenen Iridoide identifiziert. Deswegen konnten für L. amplexicaule mehr chemische Merkmale positiv kodiert werden als für L. purpureum und L. maculatum. L. amplexicaule wies dadurch mit der ebenfalls chemisch gut untersuchten Art Phlomis fruticosa mehr gemeinsame Merkmale auf als die anderen Lamium-Arten. Da Phlomis und Lamium in den anderen (morphologischen) Merkmalen praktisch übereinstimmen, bildeten Phlomis fruticosa und Lamium amplexicaule in unserer Analyse eine Gruppe als Schwestergruppe zu den anderen Lamium-Arten. Die dritte und letzte monophyletische Gruppe im majority consensus tree der zweiten Analyse bilden die Ajugoideae. Diese Gruppe zeigt eine schlechte Auflösung. Die einzelnen Arten sind aneinandergereiht und zeigen nicht einmal auf der Ebene der Gattungen Gruppenbildung. Nur am Ende des Astes der Ajugoideae bilden Rotheca mit Clerodendrum spinescens, Faradaya und Oxera und schließlich die weiteren Clerodendrum-Arten jeweils Untergruppen. Diese unterstützen die von Steane & Mabberley (1998) vollzogene Revision der Gattung Clerodendrum. Die Revision beruhte auf einer kladistischen Analyse von Steane et al. (1997), in der Clerodendrum-Arten der Untergattung Cyclonema und der Sektion Konocalyx eine basale Gruppe innerhalb der Ajugoideae bildeten, die anderen Clerodendrum-Arten dagegen eine abgeleitete. Die Arten der basalen Gruppe überführten Steane & Mabberley (1998) daraufhin in die Gattung Rotheca. Rotheca ist durch das Führen von 11-Oxo-Iridoiden charakterisiert. Aufgrund dieses Merkmals zeigte sich Rotheca auch bei Stenzel et al. (1986) als monophyletische Gruppe. Die bei Steane et al. (1997) und Stenzel et al. (1986) nicht vertretene Art Clerodendrum spinescens schließt sich bei uns der Gattung Rotheca an. Clerodendrum spinescens ist bislang nicht phytochemisch untersucht worden. Sollten in Zukunft auch aus dieser Art 11-Oxo-Iridoide isoliert werden, so wird der Anschluß an Rotheca noch mehr gestützt und Clerodendrum spinescens sollte in die Gattung Rotheca überführt werden. Bislang ging man davon aus, daß sich alle Lamiaceae durch eine laminale Stellung der Samenanlagen auszeichnen. Dieses Merkmal kennzeichnet nach unseren Untersuchungen aber nur einen Teil dieser Pflanzenfamilie (Viticoideae, Chloanthoideae, Ajugoideae, Scutellario-ideae, Pogostemonoideae und Lamioideae). Die Nepetoideae weisen nach unseren Ergebnissen eine marginale Plazentation der Samenanlagen auf. Die Stellung der Samenanlagen bei den Symphorematoideae konnte von uns nicht überprüft werden, da uns kein bzw. nur sehr schlecht erhaltenes Untersuchungsmaterial vorlag. 176 ______5. Zusammenfassung

In dieser Arbeit wurde eine kladistische Analyse der Lamiaceae mit Schwerpunkt auf den Unterfamilien Scutellarioideae und Viticoideae 1 (Premna und Gmelina) durchgeführt. Dazu wurde auf Grundlage der Arbeiten von Rimpler et al. (1992), Schmidt, E.-M. (1997) und Willmann (1997) ein Datensatz erstellt, der im Rahmen dieser Arbeit mehrfach überarbeitet und erweitert wurde. Zunächst wurden die bestehenden Merkmale überprüft und korrigiert. Dann wurden einige Merkmale genauer definiert. Dabei wurden bestehende Merkmale um zusätzliche Merkmalsausprägungen erweitert. Dazu zählen insbesondere Merkmale zu den Symmetrieverhältnissen in Kelch und Krone, Staubblattmerkmale und Merkmale zur Fruchtanatomie. Der Datensatz wurde zudem um etliche neue Merkmale und Arten ergänzt. Die neu aufgenommenen Merkmale beruhen auf morphologischen und anatomischen Studien der Kelche, der Kronen, der Fruchtknoten und der Früchte. Von den Kelchen und Kronen wurden dazu Präparate erstellt, die eine Untersuchung am Mikroskop ermöglichten. Daraufhin konnten Merkmale zu Kelchnervenzahl und Kronenbehaarung erstellt werden. Für die Untersuchung der Fruchtknoten wurden Querschnittserien am Mikrotom angefertigt. Sie erlaubten einen Einblick in die dreidimensionale Struktur der Fruchtknoten. Besonderes Augenmerk legten wir bei der Untersuchung der Fruchtknoten auf die Unterfamilien Nepetoideae und Lamioideae. Für diese Gruppen lagen nur wenige Erkenntnisse vor (Junell, 1934). Aus den Querschnittserien konnten wir für die beiden Unterfamilien verschiedene Formen der Plazentation der Samenanlagen erkennen. Für die Lamioideae konnten die für die anderen Unterfamilien der Lamiaceae typische laminale Plazentation bestätigen, bei den Nepetoideae schließen wir dagegen auf eine marginale Plazentation. In den Datensatz wurden neben den neuen Merkmalen auch neue Arten aufgenommen. Diese gehörten insbesondere den Unterfamilien Viticoideae 1 (Premna und Gmelina) und Scutellarioideae an. Die Arten, die bislang nicht oder unvollständig auf Iridoidführung untersucht worden sind, wurden von uns auch phytochemisch untersucht. Dabei konnten aus Gmelina asiatica fünf mono- und diacylierte Rhamnopyranosylcatalpolderivate isoliert werden. Vier der Verbindungen waren bislang unbekannt und wurden als 6-O-a-L-(3’’-O- Acetyl, 2’’-O-benzoyl)rhamnopyranosylcatalpol, 6-O-a-L-(4’’-O-Acetyl, 2’’-O-benzoyl)- rhamnopyranosylcatalpol, 6-O-a-L-(4’’-O-Acetyl, 3’’-O-benzoyl)rhamnopyranosylcatalpol oder 6-O-a-L-(3’’-O-Acetyl, 4’’-O-benzoyl)rhamnopyranosylcatalpol und 6-O-a-L-(4’’-O- Acetyl, 2’’-O-trans-cinnamoyl)rhamnopyranosylcatalpol identifiziert. Daneben wiesen wir in 177 ______

Gmelina asiatica Catalpol, 8-epi-Loganinsäure, Geniposidsäure und Gardosid nach. In Tinnea aethiopica fanden wir Speciosid, Catalpol und Mussaenosidsäure und in Tinnea vesiculosa Speciosid, Verminosid und Catalpol. Für Tinnea zambesiaca konnten wir das bei Schmidt, E.- M. (1997) beschriebene Fehlen von Iridoiden bestätigen. In Scutellaria galericulata konnten wir neben dem bei Kooiman (1972) und Cole et al. (1991) beschriebenen Catalpol Harpagid, Aucubin, 8-epi-Loganinsäure, 6-Desoxyharpagid und Ajugol nachweisen. In Congea tomentosa fanden wir Aucubin und Eurostosid. Im Zuge der Isolierung der Iridoide konnten wir auch Verbindungen anderer Strukturklassen anreichern und identifizieren. Dazu zählen Phenolglykoside (Scutellaria galericulata, Congea tomentosa), Stilbene (Tinnea aethiopica) und Flavan-3-ole (Congea tomentosa). Flavan-3-ole sind bislang nicht in den Lamiaceae beschrieben worden. In die kladistischen Untersuchungen gingen Vertreter der Nepetoideae, Chloanthoideae, Ajugoideae, Viticoideae 1, Scutellarioideae, Pogostemonoideae und Lamioideae ein. In einer ersten Analyse wurden die Nepetoideae als Außengruppe gewählt. Die zweite Analyse wurde ohne die Vertreter der Nepetoideae mit den Chloanthoideae als Außengruppe durchgeführt. In den Kladogrammen beider Analysen zeigten sich die gleichen Gruppen. Die Ajugoideae und Chloanthoideae erschienen jeweils als monophyletische Gruppen. Die Ergebnisse von Wagstaff et al. (1998) und Olmstead et al. (1998) konnten somit durch unsere Arbeiten bestätigt werden. Eine weitere monophyletische Gruppe umfaßte die Pogostemonoideae und Lamio-ideae. Die beiden Unterfamilien erschienen als Schwestertaxa innerhalb der Gruppe. Diese Stellung deckt sich mit den Ergebnissen von Wagstaff et al. (1998), Cantino et al., (1999), Wagstaff & Olmstead (1997) und Wagstaff et al. (1995). Anisomeles, deren Zugehörigkeit zu den Pogostemonoideae oder Lamioideae bislang unsicher war, stand in unseren Analysen innerhalb der Lamioideae. Die letzte Gruppe in unseren kladistischen Analysen umfaßte die Scutellarioideae und die Viticoideae 1 (Premna und Gmelina). Beide Unterfamilien standen an getrennten Ästen innerhalb der Gruppe. Bei Wagstaff et al. (1998) waren die Viticoideae 1 Schwestergruppe zu einer Gruppe, in der die Scutellarioideae basal standen und sich Lamio-ideae und Pogostemonoideae daran anschlossen. In dieser Arbeit bildeten Viticoideae 1 und Scutellarioideae eine paraphyletische Gruppe. In unserer Analyse zeigte sich für die Vitico-ideae 1 und die Scutellarioideae jedoch eine stärkere Verwandtschaft. Die beiden Unterfamilien bildeten eine monophyletische Gruppe. Dies ist in der Literatur bislang nicht beschrieben worden. 178 ______6. Experimenteller Teil

6.1. Morphologische Untersuchungen

Die morphologischen Untersuchungen wurden an frischen Pflanzen oder an Herbarmaterial durchgeführt. Für die Beurteilung von Blütenstand, Kelchform, Blattform und Fruchtform wurden die entsprechenden Pflanzenteile am Makroskop (Typ M420 der Firma Wild, mit Zoom-Objektiv, 6,3 - 32, und Fotoaufsatz) beobachtet. Blüten frischer Pflanzen wurden nach Möglichkeit für weitere makroskopische Untersuchungen außerhalb der Blütezeit in ihrer dreidimensionalen Struktur konserviert. Für die Aufnahme der weiteren Kelchmerkmale sowie der Merkmale zu Krone und Androeceum wurden Ganzpräparate hergestellt, von den Früchten wurden zur Beurteilung der Fruchtanatomie Handschnitte angefertigt. Die Querschnitte der Fruchtknoten wurden an einem Rotationsmikrotom hergestellt. Alle Präparate wurden mikroskopisch untersucht. Mikroskope: Zeiss (Binokular); Geräte-Nr.: 4714464; Objektive: 2,5/ 0,08 bis 40/ 0,65. Nikon TMS-F Geräte-Nr.: 301664; Objektive: 4/ 0,10 bis 40/ 0,55 mit Fotoaufsatz (für Fotografien der Fruchtknotenquerschnitte)

Konservieren von Frischmaterial Nach 24-stündigem Fixieren (Fixierlösung: 5 T Essigsäure, 10 T Formaldehyd, 35 T destilliertes Wasser und 50 T Ethanol) und Überführen in 70%-igen Ethanol war die dauerhafte Aufbewahrung von frischem Pflanzenmaterial in der originalen, dreidimensionalen Form möglich. Informationen zum Blütenbau waren dadurch auch außerhalb der Blütezeit zugänglich.

Ganzpräparate für mikroskopische Untersuchungen Ganzpräparate wurden von den Kelchen und Kronen angefertigt. Dazu wurden die Kelche und Kronen von frischen Pflanzen direkt, von Herbarmaterial nach einstündigem Einweichen der Blüten in heißem Wasser frei präpariert. Die Kelche und Kronen wurden seitlich aufgeschnitten und auf einem Objektträger ausgebreitet. Die Ganzpräparate wurden zum Aufhellen mit Chloralhydratlösung (160 g Chloralhydrat gelöst in 100 mL destilliertem Wasser) aufgekocht, anschließend mit Wasser gewaschen und dann in Polyvinylalkohollösung eingeschlossen. 179 ______

Herstellung von Polyvinylalkohollösung (wasserlösliches Einschlußmedium für mikroskopische Präparate): 2 g Polyvinylalkohol mit 7 mL Aceton verreiben. 10 mL dest. Wasser, 5 mL Glycerin und 5 mL Milchsäure mischen und mit der Polyvinylalkohol-Aceton-Mischung verrühren. Die stark getrübte Suspension solange im kochenden Wasserbad erhitzen, bis sie vollständig klar geworden ist (etwa 10 min). Verdunstetes Wasser ergänzen. Medium luftdicht lagern (Tube). Das Medium verfestigt sich an der Luft in 24 - 72 Stunden, danach können die Präparate senkrecht gelagert werden.

Handschnitte Von den Früchten wurden Querschnitte mit der Hand hergestellt. Sehr kleine Früchte wurden zum besseren Halten zwischen Styroporplättchen eingeklemmt. Zum Schneiden wurden Rasierklingen verwendet. Von den Querschnitten wurden zunächst Chloralhydratpräparate hergestellt. Die Schnitte wurden dann mit Wasser ausgewaschen und in Polyvinylalkohollösung eingebettet.

Mikrotomschnitte Die Herstellung der Fruchtknotenquerschnitte erfolgte am Rotationsmikroskop. Dazu wurden die Fruchtknoten fixiert, entwässert, in Paraffin eingebettet, geschnitten, entparaffiniert, gefärbt und eingedeckt. Fixierung Die Fruchtknoten von frischen Pflanzen wurden schnellstmöglich in die Fixierlösung (5 T Essigsäure, 10 T Formaldehyd, 35 T destilliertes Wasser und 50 T Ethanol) gebracht und mindestens 24 Stunden fixiert. Dazu wurden die Fruchtknoten in Rollrandgläschen gebracht, die die Fixierlösung zu mindestens dem Hundertfachen des Fruchtknotenvolumens enthielten. Fruchtknoten aus Herbarmaterial wurden erst 24 Stunden bei Raumtemperatur in Wasser gequollen und danach wie Frischmaterial weiter bearbeitet. Durch die Fixierung wurde die Form der Zellwände stabilisiert und gefestigt. 180 ______

Entwässerung Die fixierten Objekte wurden mit Ethanol-Wasser-Gemischen und Ethanol-Xylol-Gemischen entwässert, um ein nachfolgendes Durchdringen des Gewebes mit Paraffin zu gewährleisten. Die Entwässerung erfolgte schrittweise, um ein Schrumpfen oder Zerreißen der Objekte zu vermeiden (Schritte siehe unten). Die Fruchtknoten wurden in den gleichen Gefäßen wie zur Fixierung entwässert. Die Fixierlösung wurde abpipettiert und durch die Entwässerungs- lösung der ersten Stufe (EtOH 70%) ersetzt. Das Volumen der Entwässerungslösung betrug auf jeder Stufe mindestens das Hundertfache des Volumens des Fruchtknotens. Die Lösungen wurden nach einer Einwirkzeit von mindestens einer Stunde durch die Lösung der jeweils nächsten Stufe ausgetauscht. Auf der 100%-Ethanol-Stufe wurde der Lö-sung bei der dritten Wiederholung zu einem Prozent Eosin zugegeben. Die Fruchtknoten färb-ten sich daraufhin rot. Der Farbstoff löste sich nicht in den folgenden Xylol-Ethanol-Gemischen oder in Xylol. Deswegen blieben die Fruchtknoten bis zum Einbetten in Paraffin rot gefärbt. Dadurch war eine Orientierung der in Paraffin eingebetteten Fruchtknoten am Mikrotom leicht möglich. Entwässerungsstufen: 1.-3. 70% Ethanol 4. 80% Ethanol 5. 90% Ethanol 6. 96% Ethanol 7.-9. 100% Ethanol Anfärben mit Eosin 10. Ethanol - Xylol, Verhältnis 3:1 11. Ethanol - Xylol, Verhältnis 1:1 12. Ethanol - Xylol, Verhältnis 1:3 13.-15. 100% Xylol Einbetten in Paraffin Das Xylol der letzten Entwässerungsstufe wurde gegen bei 61°C geschmolzenem Paraffin (Paraplastâ der Firma Sherwood) ausgetauscht. Die Fruchtknoten wurden dann mehrere Tage im Wärmeschrank bei 61 °C aufbewahrt. In dieser Zeit wurde das Paraffin 2 bis 3 mal ausgetauscht. Die von Paraffin durchtränkten Fruchtknoten wurden auf einer Heizplatte (60 °C) in Ein- bettungsgießformen (AgarAids LTD aus Silikon-Kautschuk, Firma Plano in Wetzlar, auf 61°C erwärmt) überführt und darin orientiert. Nach Abkühlen auf Raumtemperatur wurden die Pa- raffinblöckchen mit den Fruchtknoten aus den Einbettungsgießformen genommen und auf Träger aufgeschmolzen. Diese Träger konnten am Rotationsmikrotom eingespannt werden. 181 ______

Schneiden Die Paraffinblöckchen mit den eingebetteten Fruchtknoten wurden in einer Schichtdicke von 8 mm am Rotationsmikrotom (Leica RM 2155) geschnitten. Die Schnitte wurden beim Schneiden in Form von Bändern aneinandergereiht. Diese Schnittbänder wurden mit Wasser auf mit Prittâ-lösung präparierte Objektträger aufgezogen und über Nacht auf einer Heizplatte bei 42 °C aufbewahrt. In dieser Zeit streckten sich die durch das Schneiden gestauchten Schnitte wieder und gingen über eine feste Verbindung mit den beschichteten Objektträgern ein. Dadurch war es möglich, beim anschließenden Entparaffinieren, Färben und Eindecken die Objektträger ohne Verschieben der Schnitte senkrecht in die verschiedenen Lösungen zu tauchen. Präparation der Objektträger: Die Objektträger wurden in Prittâ-Lösung getaucht und waagerecht getrocknet. Herstellung der Prittâ-Lösung: Die Klebemasse eines Prittâ-Stiftes wurde zerschnitten und mit Wasser zu einer 1%-igen Suspension aufgeschlemmt. Die Suspension wurde bis zur klaren Lösung der Klebemasse unter Rühren erwärmt (80 - 100 °C). Beim Abkühlen der Lösung entstand wieder eine getrübte Suspension, die im Kühlschrank einige Monate aufbewahrt werden konnte. Für die Beschichtung der Objektträger wurde nur die klare, also erwärmte Lösung verwendet. Entparaffinieren der Schnitte Die Objektträger wurden senkrecht in Färbegestelle (Fa. Roth) gestellt und in Glaskästen (Fa. Roth) getaucht. Die Färbegestelle konnten mit bis zu 19 Objektträgern bestückt werden. Die Glaskästen waren mit verschieden Lösungsmitten gefüllt, die ein Entparaffinieren in mehreren Schritten ermöglichten. Entparaffinierungsstufen und Einwirkzeit: 1. 100% Xylol 20 min 2. 100% Xylol 10 min 3. 100% Ethanol 3 - 4 x für je 3 sek eintauchen 4. 100% Ethanol 3 - 4 x für je 3 sek eintauchen. 182 ______

Färben der Schnitte Die nach dem Entparaffinieren getrockneten Schnitte wurden mit Toluidinblau-Lösung (Toluidinblau zu 0,05 % in Wasser gelöst) gefärbt. Überschüssige Färbelösung wurde mit Wasser abgewaschen. Die Schnitte wurden anschließend über Nacht bei Raumtemperatur getrocknet. Eindecken der Schnitte Die Objektträger wurden in Xylol getaucht. Nachdem die Schnitte von Xylol durchdrungen waren (nach 20 sek), wurden sie mit einem Xylol-löslichen Einschlußmedium (VitroCludâ der Firma Langenbrinck in Emmendingen) eingedeckt. Nach einer Härtung von 24 Stunden konnten die Präparate senkrecht gelagert werden.

183 ______6.2. Phytochemische Untersuchungen

6.2.1. Allgemeine Methoden

Extraktion Die getrockneten und fein pulverisierten oberirdischen Pflanzenteile wurden drei mal hinter- einander mit jeweils der zehnfachen Menge Ethanol in abnehmender Konzentration (1.: 96%, 2.: 96 oder 90%, 3.: 70%) extrahiert. Die Extraktion erfolgte jeweils 30 min unter Rückfluß bei Siedetemperatur. Die Extrakte wurden vereinigt und im Vakuum vom Ethanol befreit. An- schließend wurden die lipophilen Inhaltsstoffe durch dreimaliges Ausschütteln mit Chloro- form abgetrennt (Verhältnis Extrakt zu Chloroform bei jedem Ausschüttelvorgang = 1:1). Die wäßrige Phase wurde nach Einengen im Vakuum gefriergetrocknet und weiter aufgetrennt.

Dünnschichtchromatographie (DC) Analytische DC Nach den ersten 2-4 Extraktionsschritten wurden alle Fraktionen routinemäßig über DC mit Kieselgel als stationärer Phase (System I) untersucht. Vor und nach Trennungen über RP-18- Material und MCI-Gel wurde zusätzlich eine DC über RP-18 Material (System II) durchgeführt. System I

Stationäre Phase: Kieselgel 60 F254 auf Aluminiumfolie (Merck)

Mobile Phase: CH2Cl2-MeOH-H2O = 70:30:3 Probe: 10-20 ml einer 1-2%-igen Lösung der Fraktionen, bandenförmig aufgetragen. Trennung: Laufstrecke: 8 cm, mit Kammersättigung. Detektion: 1.: UV-Licht (254 und 365 nm) 2.: Besprühen mit Vanillin-Schwefelsäure-Reagenz, anschließend 5-10 min bei 110°C erhitzen System II

Stationäre Phase: RP-18 60 F254 auf Aluminiumfolie (Merck), vor Gebrauch 30-minütige Aktivierung bei 100 °C

Mobile Phase: ACN-MeOH-H2O = 25.0:7.7:67.3 Probe: 10-20 ml einer 1-2%-igen Lösung der Fraktionen, bandenförmig aufgetragen. 184 ______

Trennung: Laufstrecke: 8 cm, ohne Kammersättigung. Detektion: 1.: UV-Licht (254 und 365 nm) 2.: Besprühen mit Vanillin-Schwefelsäure-Reagenz, anschließend 5-10 min bei 110 °C erhitzen Vanillin-Schwefelsäure-Reagenz:

3 g Vanillin in 96 mL EtOH lösen und mit 1 mL konz. H2SO4 versetzen. Das Reagenz kann bei -20 °C über mehrere Wochen gelagert werden. Präparative DC Auf jeder Platte wurden 1-3 mg der in MeOH gelösten Fraktion als schmale Bande über eine Breite von 15 cm aufgetragen. Auf gleicher Höhe wurde eine weitere schmale Bande (Länge: 0,5 cm) mit einer analytischen Menge (0,1 mg) der Fraktion angelegt. Nach der Trennung wurde die Platte nur im Laufbereich der analytischen Substanzmenge mit Vanillin- Schwefelsäure-Reagenz besprüht und erhitzt. Entsprechend des dortigen Trennverhaltens der Fraktion wurden im präparativen Bereich der DC die interessierenden Verbindungen zusammen mit der stationären Phase in breiter Bande von der Platte gekratzt. Die Verbindungen wurden mit MeOH aus der stationären Phase herausgelöst und durch Zentrifugation und Filtration (verwendeter Filter: Millexâ – HV 0.45 mm Filter Unit, Fa. Millipore) von der stationären Phase abgetrennt. Trennbedingungen:

Stationäre Phase: Kieselgel 60 F254 auf Glasplatten

Mobile Phase: CH2Cl2-MeOH-H2O = 70:30:3 Trennung: Laufstrecke: 8 cm, mit Kammersättigung. Detektion (nur im Laufbereich der analytischen Substanzmenge): Besprühen mit Vanillin-Schwefelsäure-Reagenz, anschließend 5-10 min bei 110 °C erhitzen.

Offene Säulenchromatographie (SC) Als Säulenmaterialien wurden Kieselgel 60 (63-200mm) und Sephadex-LH 20 verwendet. Die Säulen wurden für jede Trennung neu gepackt. Die Größe der Säule richtete sich dabei nach der Menge der zu trennenden Fraktion. SC über Kieselgel

Glassäulen: Säule 1: Länge 100 cm, ID: 7,5 cm für 1,3 kg SiO 2 und 10 bis 24 g Probe

Säule 2: Länge: 90 cm; ID: 4,5 cm für 500 g SiO 2 und 4 bis 6 g Probe

Säule 3: Länge: 70 cm; ID: 2 cm für 50 g SiO 2 und 50 - 500 mg Probe

Säule 4: Länge: 40 cm; ID: 0,8 cm für 10 g SiO 2 und 10 - 100 mg Probe 185 ______stationäre Phase: Kieselgel 60 (63-200mm), Merck mobile Phasen: Gemische aus CH2Cl2, MeOH und H2O (DMW) im Verhältnis 80:20:2; 70:30:3; 60:40:4 und 50:50:5, MeOH 100% und 50% Befüllen der Säulen: Der Säulenausgang wurde mit Watte belegt. In die Säule wurde das erste Elutionsmittel der Trennung vorgelegt. Das Kieselgel wurde im gleichen Elutionsmittel aufgeschlemmt und zügig auf die Säule gegeben. Die Säule wurde vor Probenaufgabe mit dem Elutionsmittel gespült. Probenaufgabe: Die Fraktion wurde mit Celiteâ 545 (Firma Johns-Manville) im Verhältnis 1:1 verrieben und in einen Überstand Elutionsmittel auf das Säulenbett gerieselt. Fraktionierung: Das Eluat wurde über DC (System I) untersucht und daraufhin zu Fraktionen vereinigt. Die Fraktionen wurden im Vakuum von den Lösungsmitteln befreit und gefriergetrocknet. SC über Sephadex LH-20 Glassäulen Säule 1: Länge 130 cm, ID 2 cm für 24 g Sephadex LH-20 und 3 - 7 g Probe Säule 2: Länge 75 cm, ID 1 cm für 3,5 g Sephadex LH-20 und 0,5 - 1 g Probe Säule 3: Länge 70 cm, ID 0,8 cm für 2 g Sephadex LH-20 und 200 - 600 mg Probe Säule 4: Länge 40 cm, ID 0,5 cm für 0,5 g Sephadex LH-20 und 50 - 100 mg Probe Säule 5: Länge 20 cm, ID 0,5 cm für 0,2 g Sephadex LH-20 und 10 bis 50 mg Probe stationäre Phase: Sephadex LH-20 mobile Phase: MeOH 100% Befüllen der Säulen: Der Säulenausgang wurde mit Watte belegt. In die Säule wurde Elutionsmittel der Trennung vorgelegt. Das Sephadex LH-20 wurde im Elutionsmittel aufgeschlemmt und zügig auf die Säule gegeben. Die Säule wurde vor Probenaufgabe mit dem Elutionsmittel gespült. Probenaufgabe: Die Fraktion wurde in MeOH gelöst und auf das Säulenbett gegeben. 186 ______

Fraktionierung: Das Eluat wurde über DC (System I) untersucht und daraufhin zu Fraktionen vereinigt. Die Fraktionen wurden im Vakuum von den Lösungsmitteln befreit und gefriergetrocknet.

Vacuum-Liquid-Chromatographie (VLC) Als Säulenmaterialien wurden RP-18-Material und MCI-Gel und als Elutionsmittel wurde Methanol in mehreren Konzentrationstufen verwendet. Das Eluat jeder Methanolstufe wurde als eigene Fraktion im Vakuum vom Lösungsmittel befreit und gefriergetrocknet. Die Elution erfolgte unter Anlegen eines Unterdrucks. VLC über RP-18-Material Säulen: Säule 1: Fertigsäule Varian Mega Bond Elut (C-18; 25-40 mm; 1 g); Druck: 700-800 mbar für 1 bis 6 g Probe Säule 2: Fertigsäule Varian Mega Bond Elut (C-18; 25-40 mm; 10 g); Druck: 600-800 mbar für 100 bis 300 mg Probe Säule 3: Eurochrom Bioselekt (C-18; 25-40 mm; 6 x 23 cm; 180 g); Druck: 150 - 200 mbar für 10 bis 100 mg Probe mobile Phasen: MeOH-H2O-Gradient Probenaufgabe: Die Fraktion wurde im ersten Elutionsmittel gelöst und auf das Säulenbett gegeben. Fraktionierung: Das Eluat jeder Methanolstufe bildete jeweils eine Fraktion. Die Fraktionen wurden im Vakuum vom organischen Lösungsmittel befreit und dann gefriergetrocknet. VLC über MCI-Gel Säule: selbstgepackte MCI-Gel-Säule (MCI-Gel CHP 20 P Mitsubishi Kasei Cooperation; 75-150 mm; 1 g; 13 mm Æ); Druck: 800-1000 mbar für 10- 100 mg Probe mobile Phasen: MeOH-H2O-Gradient Befüllen der Säule: Als Säule wurde eine erschöpfte Fertigsäule Varian Mega Bond Elut (C- 18; 25-40 mm; 1 g) verwendet, bei der zunächst die obere Fritte und das Säulenmaterial entfernt wurden. Die Säule wurde mit in MeOH gequollenem MCI-Gel befüllt. Das MCI-Gel wurde sedimentieren gelassen und dann mit der oberen Fritte abgedeckt. Vor der Trennung wurde die Säule mit dem ersten Elutionsmittel äquilibriert. 187 ______

Probenaufgabe: Die Fraktion wurde im ersten Elutionsmittel gelöst und auf das Säulenbett gegeben. Fraktionierung: Das Eluat jeder Methanolstufe bildete jeweils eine Fraktion. Die Fraktionen wurden im Vakuum vom organischen Lösungsmittel befreit und dann gefriergetrocknet.

Mitteldruck-Flüssigkeitschromatographie (MPLC) Vor jeder Trennung wurde die Säule zunächst mit MeOH bis zur UV-Stabilität des Eluats gespült und dann mit dem Elutionsmittel äquilibriert. Die Probe (20 bis 100 mg) wurde in 0,5 oder 1 mL Elutionsmittel gelöst und über ein Lobar-Ventil (Merck) auf die Säule gebracht. Die Trennung erfolgte isokratisch. Nach jeder Trennung wurde die Säule wiederum mit MeOH gespült. Trennbedingungen: Säule: Labochrom-FPGC-Säule (18,5 x 480 mm; Flexible Pressure Glass Columns) mit LiChroprep C-18 (15-25 mm) Fluß: 3 mL / min; Druck: 50 - 80 psi Pumpe: Modifizierte HPLC-Pumpe - Waters 510 (Förderleistung: max. 22 mL / min) gekoppelt mit Pulsationsdämpfer (Kronwald) und Labomatic- Druckwächter. Detektoren: Sepachrom UV-24 (Kronwald); 254 nm Unicord VW 2251 (Pharmacia LKB); variable Wellenlänge Schreiber: BBC (Goerz Metravatt), Zwei-Kanal-Schreiber Probenaufgabe: Die Fraktion (20-100 mg) wurde in 0,5 oder 1 mL Elutionsmittel gelöst und über ein Lobar-Ventil (Merck) auf die Säule gegeben. Fraktionierung: Das Eluat wurde entsprechend des Chromatogramms zu Fraktionen vereinigt. Um den Anteil des organischen Lösungsmittels auf 20 % oder weniger zu minimieren, wurden die Fraktionen im Vakuum teilweise von den organischen Lösungsmitteln befreit und dann mit Wasser verdünnt. Der restliche Anteil organischer Lösungsmittel wurde über eine mit flüssigem Stickstoff gefüllte Kühlfalle während der Gefriertrocknung der Fraktionen entfernt. Veränderte Aufarbeitung von Fraktionen mit hydrolyseempfindlichen Verbindungen (Gmelina asiatica): Das Eluat wurde noch während der Elution unter Zutropfen von Wasser mit flüssigem Stickstoff eingefroren und gefriergetrocknet. 188 ______

Hochdruck-Flüssigkeitschromatographie (HPLC) Analytische HPLC Vor Trennungen mit MPLC oder präparativer HPLC wurde über analytische HPLC nach einem geeigneten Elutionsmittel gesucht, nach den Trennungen wurden die interessierenden Fraktionen über analytische HPLC auf Reinheit getestet. Trennbedingungen: Säule: LiChrospher 100 C-18 (10 mm; 8 x 250 mm) Fluß: 2 mL / min; Druck: 200-600 psi Vorsäule: Waters Guard-pak-Holder mit mBondpak C-18 Inserts Pumpe: Waters 510 Detektor / Software: Photodiode Array Detector - Waters 996 / Millenium Probe: 1%-ige Lösung der Fraktion; 10 ml. HPLC-Additionsanalyse Von der Fraktion und der vermutlich darin enthaltenen Verbindung wurden jeweils zwei analytische HPLC-Läufe unter gleichen Elutionsbedingungen durchgeführt. Die Elutionsbedingungen wurden so gewählt, daß sich die Fraktion im Bereich der Retentionszeit der reinen Verbindung in einzelne, gut voneinander abgegrenzte Peaks trennte. Der Vergleich der UV-Spektren, die im Maximum der zeitlich entsprechenden Peaks aufgenommen wurden, gab erste Hinweise zur Übereinstimmung beider Verbindungen. Nun wurde der Fraktion die Reinsubstanz zugemischt (Verhältnis der in der Fraktion vorliegenden Substanz zu zugesetzter Substanz etwa 1:1) und das Gemisch in einem dritten analytischen HPLC-Lauf untersucht. Lag die Verbindung bereits in der Fraktion vor, so vergrößerte sich deren Peak im Chromatogramm. Führte die Fraktion eine Verbindung mit ähnlicher Retentionszeit, zeigte das Chromatogramm zwei eng beieinander liegende Peaks. Präparative HPLC Säule: LiChrosorb C-18 (10 mm; 16 x 250 mm) Fluß: 4 mL / min; Druck 2500 psi Vorsäule: Waters Guard-pak-Holder mit mBondpak C-18 Inserts Pumpe: Waters 510 Detektor / Software: Tunable Absorbance Detector - Waters 486 / Maxima 820 Probe: 10%-ige Lösung der Fraktion; 10 ml 189 ______

Fraktionierung: Das Eluat wurde entsprechend des Chromatogramms zu Fraktionen vereinigt. Um den Anteil des organischen Lösungsmittels auf 20 % oder weniger zu minimieren, wurden die Fraktionen im Vakuum teilweise von den organischen Lösungsmitteln befreit und dann mit Wasser verdünnt. Der restliche Anteil organischer Lösungsmittel wurde über eine mit flüssigem Stickstoff gefüllten Kühlfalle während der Gefriertrocknung der Fraktionen entfernt.

Multilayer-Counter-Current-Chromatography (MLCCC) Gerät: ITO multi-layer coil seperator-extractor Säule: 380 ml; ID=2,6 mm Fluß: 4 mL/min; Druck: 1-1,5 bar; 700 U/min. Elutionsmittelsystem:

CHCl3-MeOH-iso-PrOH-H2O (5:6:1:4) Elutionsrichtung: Normal Elution Mode (NEM) (von innen nach außen; Unterphase gleich mobile Phase) Reversed Elution Mode (REM) (von außen nach innen; Oberphase gleich mobile Phase) Pumpe: CFG ProMinent Duramat Detektion: DC, System I Probe: 300 bis 700 mg der Fraktion in 2 mL stationärer Phase Fraktionierung: Das Eluat wurde über DC (System I) untersucht und daraufhin zu Fraktionen vereinigt. Die Fraktionen wurden im Vakuum von den Lösungsmitteln befreit und gefriergetrocknet. Durchführung: Die Trennung der Ober- und Unterphase erfolgte nach Sättigung der Phasen direkt vor Gebrauch. Nach Entgasung der Phasen im Ultraschallbad (10 min) wurde die Säule ohne Rotation mit der stationären Phase gefüllt, wobei die Säulenspule für das Gewicht von 380 mL Wasser austariert war. Anschließend wurde die mobile Phase bei gleichzeitiger zügiger Erhöhung der Rotationsgeschwindigkeit von 400 U/min auf 700 U/min durch die stationäre Phase gepumpt. Nach Durchbruch der mobilen Phase und Durchpumpen von weiteren 100 mL stationärer Phase wurde das Volumenverhältnis der Oberphase und der Unterphase in einem Meßzylinder bestimmt und die Säulenspule entsprechend der Dichten der Phasen austariert. Anschließend wurde die Probe über ein Lobar-Ventil (Merck) aufgegeben. Das 190 ______

Eluat wurde nach DC-Testung (System I) zu Fraktionen vereinigt, im Vakuum von den organischen Lösungsmitteln befreit und gefriergetrocknet. Die Trennungen wurden zunächst im NEM durchgeführt. Konnten in diesem Modus keine weiteren Verbindungen isoliert werden, wurde die Trennung im REM fortgeführt und die Säule sogleich gespült. Zuletzt lagen die gleichen Volumenverhältnisse zwischen Ober- und Unterphase wie zu Beginn der Trennung vor. Nun konnte eine weitere Trennung angeschlossen werden. Erfolgte kein weiterer Durchgang, wurde der Säuleninhalt mit N2 aus der Säule gedrückt und diese mit MeOH (ohne Rotation) gespült. Anschließend wurde das

MeOH wieder mit N2 aus der Säule gedrückt und getrocknet.

Gaschromatographie (GC) Von den Fraktionen der ersten Trennung wurde routinemäßig eine GC durchgeführt. Vor der Trennung wurden die Fraktionen mit TMS-Reagenz (Supelco-Sylon BTZ, BSA-TMCS-TMSI 3:2:3) umgesetzt. Die Iridoidglykoside reagierten dabei zu flüchtigen TMS-Derivaten. Die TMS-Derivate von nicht acylierten Iridoiden zeichneten sich unter unseren GC-Bedingungen durch Retentionszeiten von 10 bis 40 min aus. Fraktionen, die in diesem Bereich Peaks aufwiesen und deren Dünnschichtchromatogramm zudem nach Besprühen mit Vanillin- Schwefelsäure-Reagenz gefärbte Flecken zeigte, wurden auch über GC-MS untersucht. Deuteten die aufgenommenen Massenspektren auf das Vorliegen von Iridoiden hin, wurden mit diesen Fraktionen GC-Additionsanalysen durchgeführt. Dazu wurde der Fraktion die in Frage kommende Reinsubstanz beigemischt. Zeigte die Mischfraktion im Gaschromatogramm einen im Vergleich zur ursprünglichen Fraktion vergrößerten Peak, lag die Reinsubstanz bereits in der ursprünglichen Fraktion vor. Bei der Isolierung von nicht acylierten Iridoiden wurde der Erfolg jeder Trennung über GC verfolgt. 191 ______

Trennbedingungen: Gerät: Varian 3700 Säule: WCOT Rtxâ 200 (Resteck); 30 m X 0,32 mm; Belegung: 0,25 mM Trifluorpolysiloxan Vorsäule: 5 m x 0,32 mm Trägergas: Helium; u = 19-22 cm / s (bei 220°C); Fluß 0,9-1 mL/min Split-Verhältnis: 85:1 (bei 220°C) Make-up Gas: Stickstoff 30 mL/min Detektor: FID; Wasserstoff 30 mL/min; Preßluft 300 mL/min. Integrator: Hewlett Packard HP 394 Temperaturprogramm: 220°C 10 min; 3°C/min auf 290°C Probe: Reinsubstanzen: 0.2%-ige Lösungen in TMS-Reagenz, 1 mL Fraktionen: 0,3-3%-ige Lösungen in TMS-Reagenz, 1 mL

Massenspektroskopie (MS) GC-MS: EI 70 eV; Trägergas Helium (Fluß 1,3-1,5 mL/min; Druck 2-6 psi, Splitfluß 10-15 mL/min); Säule und Temperaturprogramm analog GC- Bedingungen.

ESI-MS: Positiver Ionisierungsmodus; 3,5-4,5 kV; Hilfsgas N2 (Sheath gas) 30 psi, Flußrate 2 mL/min; Temperatur der Kapillare 200-250 °C.

Kernresonanz-Spektroskopie (NMR-Spektroskopie) Gerät: Bruker Avance; 500 MHz (1H); 125,725 MHz (13C) Solvens:

CD3OD Chemische Verschiebungen sind als d Werte (ppm) relativ zum CD2HOD Signal bei 3.30 ppm (1H) bzw. 49.0 ppm (13C) angegeben.

CD3CN Chemische Verschiebungen sind als d Werte (ppm) relativ zum CD2HCN Signal bei 1.93 ppm (1H) bzw. 1.30 ppm (13C) angegeben.

CD3COCD3 Chemische Verschiebungen sind als d Werte (ppm) relativ zum 1 13 CD2HCOCD3 Signal bei 2.04 ppm ( H) bzw. 29.80 ppm ( C) angegeben.

D2O Dem Solvens D2O wurde CD3CN als inneren Standard zugegeben. Die

chemische Verschiebungen sind als d Werte (ppm) relativ zum CD2HCN- Signal bei 1.93 ppm (1H) bzw. 1.30 ppm (13C) angegeben. 192 ______

Vor einer Messung wurde zweimaliger D2O-Austausch vorgenommen: hierzu wurde die jeweilige Substanz in 1 mL D2O gelöst und anschließend lyophilisiert. Dann wurden die

Substanzen im jeweiligen deuterierten Lösungsmittel gelöst und mit Hilfe von N2 durch eine D3-Fritte in das NMR-Meßröhrchen (ID 0,4 mm) filtriert (Füllhöhe 3,5-4,5 cm). Veränderte Probenaufbereitung bei hydrolyseempfindlichen Verbindungen (Gmelina asiatica):

Es wurde kein D2O-Austausch vorgenommen. Die Substanzen wurden vor dem Lösen gefriergetrocknet. Die Gefriertrocknungsanlage wurde mit Stickstoff belüftet. Die Gefäße, in denen sich die Substanzen befanden, wurden sofort mit 3 Lagen Parafilm (Roth) verschlossen. Vor und während des Lösens wurden die Substanzgefäße mit Stickstoff begast. Die gelöste Substanz wurde ohne Filtration ins NMR-Meßröhrchen überführt. Alle Glasgeräte wurden vor der Verwendung mit N2 gespült.

Optische Drehung Gerät: Perkin Elmer 241 Polarimeter Küvette: 1 dm, V=1.000 ml Berechnung der spezifischen Drehung:

[a] 24= 100 × a D c × l

a - gemessener Drehwinkel c – Konzentration in g/ml l – Schichtdicke in dm

193 ______

6.2.2. Isolierung und Charakterisierung der Verbindungen

Verbindungen aus Tinnea aethiopica

Extraktion: Pflanzenmaterial: 100g luftgetrocknetes Kraut Extraktion mit 96%, 96% und 70% Ethanol Hydrophiler Extrakt: 22,5 g

Grobfraktionierung SC über Kieselgel mit Säule 1

Elution mit DMW=70:30:3 DMW=60:40:4 DMW=50:50:5 12 L 3 L 6 L

T.1. T.3. T.4. T.5. T.6. T.7. T.8. T.9. T.10. T.11. 1,25 L 1 L 1,25 L 1,25 L 1,25 L 3,75 L 1 L 1,25 L 2 L 4,5 L 0,08g 0,21g 0,35g 0,32g 0,35g 2,69g 0,76g 1,74g 1,65g 4,84g T.2. 0,5 L Vereinigung 0,07g Fraktionierung in 11 Fraktionen (T.1. bis T.11.)

Isolierung von Speciosid aus den vereinigten Fraktionen T.2. bis T.5. Schritt 1: MLCCC der vereinigten Fraktionen T.2. bis T.5. (818 mg) in 2 Durchgängen á 409 mg 8 Fraktionen im NEM: T.3.1. (24 mg), T.3.2. (10 mg), T.3.3. (124 mg), T.3.4. (25 mg), T.3.5. (48 mg), T.3.6. (133 mg), T.3.7. (62 mg) und T.3.8. (85 mg). 4 Fraktionen im REM: T.3.9. (75 mg), T.3.10. (129 mg), T.3.11. (50 mg) und T.3.12. (92 mg). Schritt 2: MPLC von T.3.6. (107 mg) Elution mit zwei nacheinander angewendeten Elutionsmitteln:

Elutionsmittel 1: ACN-MeOH-H2O (22,5:6,9:70,6)

Elutionsmittel 2: ACN-MeOH-H2O (22,5:6,9:70,6) 5 Fraktionen mit Elutionsmittel 1: T.3.6.1. (30 mg),T.3.6.2. (8 mg),T.3.6.3. (11 mg),T.3.6.4. (13 mg), T.3.6.5. (5 mg). 2 Fraktionen mit Elutionsmittel 2: T.3.6.6. (12 mg), T.3.6.7. (1 mg). T.3.6.3. (11 mg) enthielt zu 90% eine Verbindung, die über NMR-Spektroskopie als Speciosid identifiziert wurde. 194 ______

Isolierung von Mussaenosidsäure aus T.10. Schritt 1: SC über Sephadex LH-20 von T.10. (1,00 g) in zwei Durchgängen á 500 mg verwendete Säule: Säule 3 5 Fraktionen: T.10.1. (6 mg), T.10.2. (284 mg), T.10.3. (314 mg), T.10.4. (189 mg), T.10.5. (8 mg). Schritt 2: MPLC von T.10.2. (284 mg) Elution mit zwei nacheinander angewendeten Elutionsmitteln:

Elutionsmittel 1: H2O Elutionsmittel 2: MeOH 6 Fraktionen mit Elutionsmittel 1: T.10.2.1. (38 mg),T.10.2.2. (26 mg),T.10.2.3. (22 mg),T.10.2.4. (21 mg),T.10.2.5. (10 mg), T.10.2.6 (3 mg). 1 Fraktion mit Elutionsmittel 2: T.10.2.7 (80 mg). Schritt 3: SC über Sephadex von T.10.2.7. (80 mg) verwendete Säule: Säule 4 6 Fraktionen: T.10.2.7.1. (1 mg), T.10.2.7.2. (23 mg), T.10.2.7.3. (31 mg), T.10.2.7.4. (14 mg), T.10.2.7.5. (5 mg), T.10.2.7.6.(1 mg). T.10.2.7.3. (31 mg) enthielt zu 75% eine Verbindung, die über NMR-Spektroskopie und GC- MS als Mussaenosidsäure identifiziert wurde.

Isolierung von Pinosylvin-3-O-b-D-glucosid aus T.3.5. Schritt 1: MPLC von T.3.5. (43 mg) Elution mit drei nacheinander angewendeten Elutionsmitteln:

Elutionsmittel 1: ACN-MeOH-H2O (22,5:6,9:70,6)

Elutionsmittel 2: ACN-MeOH-H2O (30,0:9,2:60,8) Elutionsmittel 3: MeOH 5 Fraktionen mit Elutionsmittel 1: T.3.5.1. (10 mg), T.3.5.2. (9 mg), T.3.5.3. (3 mg), T.3.5.4. (3 mg), T.3.5.5. (4 mg). 4 Fraktionen mit Elutionsmittel 2: T.3.5.6.(1 mg), T.3.5.7. (3 mg), T.3.5.8.(1 mg), T.3.5.9. (2 mg). 1 Fraktion mit Elutionsmittel 3: T.3.5.10 (3 mg). T.3.5.3. (3 mg) enthielt zu 90% Speciosid. T.3.5.7. (3 mg) enthielt ein nicht identifiziertes Stilben. T.3.5.9. (2 mg) enthielt zu 90 % eine Verbindung, die über NMR-Spektroskopie als Pinosylvin-3-O-b-D-glucosid identifiziert wurde. 195 ______

Nachweis von Catalpol In den Fraktionen T.6., T.7., T.8., T.9. und T.10. ließ sich über GC-MS und GC- Additionsanalyse Catalpol in abnehmender Konzentration nachweisen.

Verbindungen aus Tinnea vesiculosa

Extraktion: Pflanzenmaterial: 100g luftgetrocknetes Kraut Extraktion mit 96%, 90% und 70% Ethanol Hydrophiler Extrakt: 11,5 g

Grobfraktionierung SC über Kieselgel mit Säule 1

Elution mit DMW=70:30:3 DMW=60:40:4 DMW=50:50:5 MeOH 100% 11,75 L 4,4 L 2,2 L 3,5 L

TV.1. TV.3. TV.5. TV.7. TV.9. TV.11. TV.12. TV.13. TV.14. TV.15. TV.16. 0,75 L 0,5 L 1 L 1,25 L 0,75 L 1 L 1,75 L 1,25 L 4,25 L 2 L 1,1 L 0,03g 0,08g 0,22g 0,21g 0,21g 0,50g 0,87g 0,58g 2,28g 0,79g 0,69g TV.2. TV.4. TV.6. TV.8. TV.10. 0,75 L 0,5 L 1 L 0,5 L 1,25 L 0,09g 0,10g 0,21g 0,08g 0,58g Fraktionierung in 16 Fraktionen (TV.1. bis TV.16.)

Isolierung von Verminosid aus TV.5. Schritt 1: SC über Sephadex LH-20 von TV.5. (223 mg) verwendete Säule: Säule 3 6 Fraktionen: TV.5.1. (18 mg), TV.5.2. (36 mg), TV.5.3. (30 mg), TV.5.4. (68 mg), TV.5.5. (14 mg), TV.5.6. (12 mg). Schritt 2: VLC über RP-18 von TV.5.4. (68 mg) verwendete Säule: Säule 1

Elutionsmittel und Fraktionierung: H2O (5 mL): TV.5.4.1. (16 mg), MeOH 10% (5 mL): TV.5.4.2. (6 mg), MeOH 30% (5 mL): TV.5.4.3. (19 mg), MeOH 50% (5 mL): TV.5.4.4. (17 mg), MeOH 70% (5 mL): TV.5.4.5. (1 mg), MeOH 100% (10 mL): TV.5.4.6. (2 mg). 196 ______

Schritt 3: VLC über MCI-Gel von TV.5.4.4. (17 mg) Elutionsmittel und Fraktionierung: MeOH 10% (5 mL): TV.5.4.4.1. (0 mg), MeOH 30% (5 mL): TV.5.4.4.2. (0,5 mg), MeOH 40% (5 mL): TV.5.4.4.3. (0,5 mg), MeOH 50% (5 mL): TV.5.4.4.4. (3 mg), MeOH 60% (5 mL): TV.5.4.4.5. (10 mg), MeOH 70% (5 mL): TV.5.4.4.6. (3 mg), MeOH 100% (10 mL): TV.5.4.4.7. (0,5 mg). T.5.4.4.5. (10 mg) enthielt zu >90% eine Verbindung, die über NMR-Spektroskopie als Verminosid identifiziert wurde.

Nachweis von Speciosid In der Fraktion TV.3. (80 mg) ließ sich über HPLC-Additionsanalyse Speciosid nachweisen.

Elutionsmittel: ACN-MeOH-H2O (22.5:6.9:70.6). Nachweis von Catalpol In den Fraktionen TV.6., TV.7., TV.8., TV.9. und TV.10. ließ sich über GC-MS und GC- Additionsanalyse Catalpol nachweisen.

197 ______

Verbindungen aus Tinnea zambesiaca

Extraktion: Pflanzenmaterial: 35g gefriergetrocknetes Kraut Extraktion mit 96%, 90% und 70% Ethanol Hydrophiler Extrakt: 4,86 g

Grobfraktionierung SC über Kieselgel mit Säule 2 Elution mit

DMW=80:20:2 DMW=70:30:3 MeOH 100% MeOH 50% 1,75 L 2 L 1,25 L 1 L

TZ.1. TZ.3. TZ.5. TZ.7. TZ.9. TZ.10. TV.11. TZ.12. 0,25 L 0,625 L 0,275 L 0,35 L 0,65 L 0,75 L 0,75 L 0,8 L 0,02g 0,12g 0,17g 0,25g 0,13g 0,46g 0,40g 0,37g TZ.2. TZ.4. TZ.6. TZ.8. 0,25 L 0,625 L 0,47 L 0,38 L 0,03g 0,05g 0,40g 0,26g Vereinigung Fraktionierung in 12 Fraktionen (TZ.1. bis TZ.16.)

Weitere Aufarbeitung Schritt 1 Die Fraktionen TZ.6. und TZ.10. sowie die vereinigten Fraktionen TZ.7., TZ.8. und TZ.9. wurden mit VLC über RP-18 weiter aufgearbeitet. Verwendete Säule: Säule 2.

Tab. 6.1.: Tinnea zambesiaca: VLC über RP-18. Fraktion TZ.6. (398 mg) TZ.7. - TZ.9. TZ.10. (459 mg) (639 mg) Elutionsmittel

H2O (50 mL) TZ.6.1. (340 mg) TZ.8.1. (412 mg) TZ.10.1. (299 mg) MeOH 10% (50 mL) TZ.6.2. (2 mg) TZ.8.2. (7 mg) TZ.10.2. (11 mg) MeOH 20% (50 mL) TZ.6.3. (4 mg) TZ.8.3. (14 mg) TZ.10.3. (22 mg) MeOH 30% (50 mL) TZ.6.4. (10 mg) TZ.8.4. (41 mg) TZ.10.4. (32 mg) MeOH 50% (50 mL) TZ.6.5. (35 mg) TZ.8.5. (86 mg) TZ.10.5. (67 mg) MeOH 70% (50 mL) TZ.6.6. (3 mg) TZ.8.6. (6 mg) TZ.10.6. (7 mg) MeOH 100% (50 mL) TZ.6.7. (1 mg) TZ.8.7. (1 mg) TZ.10.7. (2 mg)

198 ______

Schritt 2 Die Fraktionen TZ.6.5., TZ.8.3., TZ.8.4., TZ.8.5., TZ.10.4. und TZ.10.5. wurden mit VLC über MCI-Gel weiter aufgearbeitet.

Tab. 6.2.: Tinnea zambesiaca: VLC über MCI-Gel. Fraktion TZ.6.5. TZ.8.3. TZ.8.4. TZ.8.5. TZ.10.4. TZ.10.5. 35 mg 14 mg 41 mg 86 mg 32 mg 67 mg Elutionsmittel

H2O (5 mL) TZ.6.5.1. TZ.8.3.1. TZ.8.4.1. TZ.8.5.1. (1 mg) (0 mg) (0 mg) (0 mg)

MeOH 10% (5 TZ.6.5.2. TZ.8.3.2. TZ.8.4.2. TZ.8.5.2. TZ.10.4.1. TZ.10.5.1. (1 mg) (0,5 mg) (0,5 mg) (1 mg) (0,5 mg) (1 mg) mL) MeOH 20% (5 TZ.6.5.3. TZ.8.3.3. TZ.8.4.3. TZ.8.5.3. TZ.10.4.2. TZ.10.5.2. (1 mg) (3 mg) (10 mg) (2 mg) (2 mg) (3 mg) mL) MeOH 25% (5 TZ.6.5.4. TZ.8.3.4. TZ.8.4.4. TZ.8.5.4. TZ.10.4.3. TZ.10.5.3. (2 mg) (9 mg) (16 mg) (17 mg) (4 mg) (2 mg) mL) MeOH 30% (5 TZ.6.5.5. TZ.8.3.5. TZ.8.4.5. TZ.8.5.5. TZ.10.4.4. TZ.10.5.4. (2 mg) (1 mg) (8 mg) (21 mg) (8 mg) (4 mg) mL) MeOH 35% (5 TZ.6.5.6. TZ.8.3.6. TZ.8.4.6. TZ.8.5.6. TZ.10.4.5. TZ.10.5.5. (2 mg) (0 mg) (2 mg) (17 mg) (4 mg) (10 mg) mL) MeOH 40% (5 TZ.6.5.7. TZ.8.3.7. TZ.8.4.7. TZ.8.5.7. TZ.10.4.6. TZ.10.5.6. (5 mg) (0 mg) (3 mg) (12 mg) (3 mg) (10 mg) mL) MeOH 45% (5 TZ.6.5.8. TZ.8.4.8. TZ.8.5.8. TZ.10.5.7. (7 mg) (2 mg) (6 mg) (8 mg) mL) MeOH 50% (5 TZ.6.5.9. TZ.8.4.9. TZ.8.5.9. TZ.10.4.7. TZ.10.5.8. (4 mg) (0,5 mg) (4 mg) (3 mg) (11 mg) mL) MeOH 60% (5 TZ.6.5.10. (3 mg) mL) MeOH 70% (5 TZ.10.5.9. (12 mg) mL) MeOH 100% TZ.6.5.11. TZ.8.3.8. TZ.8.4.10. TZ.8.5.10. TZ.10.4.8. TZ.10.5.10. (5 mL) (4 mg) (0 mg) (0 mg) (9 mg) (0 mg) (1 mg)

199 ______

Schritt 3 Gleichartige Fraktionen wurden vereinigt und mit SC über Sephadex LH-20 getrennt. Verwendete Säule: Säule 5.

Tab. 6.3.: Tinnea zambesiaca: SC über Sephadex LH-20. vereinigte Fraktionen TZ.6.5.6., TZ.8.3.3., TZ.8.4.7., TZ.10.5.7., TZ.6.5.7. und TZ.8.4.4., TZ.8.4.8., TZ.10.5.8. und

TZ.6.5.8. TZ.8.4.5., TZ.10.4.6., TZ.10.5.9. (14 mg) TZ.10.4.3. und TZ.10.4.7., (31 mg) TZ.10.4.4. TZ.10.5.2.,

(38 mg) TZ.10.5.3. und Subfraktionen TZ.10.5.4. (21 mg) .1 TZ.6.5.8.1. TZ.8.4.4.1. TZ.10.5.3.1. TZ.10.5.9.1. (2 mg) (9 mg) (2 mg) (7 mg)

.2 TZ.6.5.8.1. TZ.8.4.4.1. TZ.10.5.3.1. TZ.10.5.9.1. (10 mg) (3 mg) (8 mg) (2 mg)

.3 TZ.6.5.8.1. TZ.8.4.4.1. TZ.10.5.3.1. TZ.10.5.9.1. (1 mg) (19 mg) (1 mg) (1 mg)

.4 TZ.8.4.4.1. TZ.10.5.9.1. (1 mg) (1 mg)

Die Aufarbeitung in drei Schritten führte zur Isolierung dreier Glykoside (TZ.8.4.4.3., TZ.6.5.8.2. und TZ.10.5.3.2.) mit unbekannter Struktur. Iridoide konnten jedoch nicht gefunden werden.

Verbindungen aus Scutellaria galericulata

Extraktion: Pflanzenmaterial: 52g gefriergetrocknetes Kraut Extraktion mit 96%, 96% und 70% Ethanol Hydrophiler Extrakt: 5,91 g

200 ______

Grobfraktionierung SC über Kieselgel mit Säule 2 Elution mit DMW=70:30:3 DMW=60:40:4 DMW=50:50:5 5 L 2,5 L 4,5 L

SG.1. SG.3. SG.5. SG.7. SG.8. SG.9. SG.10. SG.11. SG.12. 0,875 L 0,625 L 0,75 L 0,875 L 1,125 L 1,5 L 1,75 L 1 L 1 L 0,11g 0,16g 0,35g 0,28g 0,16g 0,24g 0,67g 0,33g 1,06g SG.2. SG.4. SG.6. 0,5 L 0,5 L 0,75 L 0,04g 0,09g 0,35g Vereinigung Fraktionierung in 12 Fraktionen (SG.1. bis SG.12.)

Isolierung von 8-epi-Loganinsäure aus SG.10. Schritt 1: SC über Sephadex LH-20 von SG.10. (672 mg) verwendete Säule: Säule 3 8 Fraktionen: SG.10.1. (7 mg), SG.10.2. (144 mg), SG.10.3. (158 mg), SG.10.4. (44 mg), SG.10.5. (82 mg), SG.10.6. (59 mg), SG.10.7. (14 mg), SG.10.8. (4 mg). Schritt 2: VLC über RP-18 von SG.10.2. (144 mg) verwendete Säule: Säule 2

Elutionsmittel und Fraktionierung: H2O (50 mL): SG.10.2.1. (95 mg), MeOH 10% (50 mL): SG.10.2.2. (5 mg), MeOH 20% (50 mL): SG.10.2.3. (12 mg), MeOH 30% (50 mL): SG.10.2.4. (8 mg), MeOH 40% (50 mL): SG.10.2.5. (7 mg), MeOH 50% (50 mL): SG.10.2.6. (6 mg), MeOH 70% (50 mL): SG.10.2.7. (3 mg), MeOH 100% (50 mL): SG.10.2.8. (1 mg). SG.10.2.3. (12 mg) enthielt zu >90% eine Verbindung, die über GC-MS und GC- Additionsanalyse als 8-epi-Loganinsäure identifiziert wurde.

Isolierung von 6-Desoxyharpagid und Ajugol aus den vereinigten Fraktionen SG.3. und SG.4. Schritt 1: VLC über RP-18 von den vereinigten Fraktionen SG.3. und SG.4. (249 mg) verwendete Säule: Säule 2

Elutionsmittel und Fraktionierung: H2O (50 mL): SG.3.1. (37 mg), MeOH 10% (50 mL): SG.3.2. (19 mg), MeOH 30% (50 mL): SG.3.3. (65 mg), MeOH 50% (50 mL): SG.3.4. (84 mg), MeOH 70% (50 mL): SG.3.5. (12 mg), MeOH 100% (100 mL): SG.3.6. (7 mg). 201 ______

Schritt 2: VLC über MCI-Gel von SG.3.3. (65 mg)

Elutionsmittel und Fraktionierung: H2O (5 mL): SG.3.3.1. (2 mg), MeOH 10% (5 mL): SG.3.3.2. (9 mg), MeOH 20% (5 mL): SG.3.3.3. (15 mg), MeOH 25% (5 mL): SG.3.3.4. (8 mg), MeOH 30% (5 mL): SG.3.3.5. (8 mg), MeOH 35% (5 mL): SG.3.3.6. (6 mg), MeOH 40% (5 mL): SG.3.3.7. (5 mg), MeOH 45% (5 mL): SG.3.3.8. (3 mg), MeOH 50% (5 mL): SG.3.3.9. (3 mg), MeOH 60% (5 mL): SG.3.3.10. (1 mg), MeOH 70% (5 mL): SG.3.3.11. (1 mg), MeOH 100% (10 mL): SG.3.3.12. (0,5 mg). Schritt 3: VLC über MCI-Gel von SG.3.3.2. (9 mg)

Elutionsmittel und Fraktionierung: H2O (5 mL): SG.3.3.2.1. (0,5 mg), MeOH 3% (5 mL): SG.3.3.2.2. (0,5 mg), MeOH 6% (5 mL): SG.3.3.2.3. (1 mg), MeOH 9% (5 mL): SG.3.3.2.4. (2 mg), MeOH 12% (5 mL): SG.3.3.2.5. (1,5 mg), MeOH 15% (5 mL): SG.3.3.2.6. (2,5 mg). SG.3.3.2.3. (1 mg) enthielt zu >90% eine Verbindung, die über GC-MS und GC- Additionsanalyse als Ajugol identifiziert wurde. SG.3.3.2.5. (1,5 mg) und SG.3.3.2.6. (2,5 mg) enthielten zu 75% eine Verbindung, die über NMR und GC-MS als 6-Desoxyharpagid identifiziert wurde.

Isolierung von Salidrosid aus SG.3.3.3. Schritt 1: VLC über MCI-Gel von SG.3.3.3. (15 mg) Elutionsmittel und Fraktionierung: MeOH 9% (5 mL): SG.3.3.3.1. (0,5 mg), MeOH 12% (5 mL): SG.3.3.3.2. (6 mg), MeOH 15% (5 mL): SG.3.3.3.3. (7 mg), MeOH 18% (5 mL): SG.3.3.3.4. (1,5 mg), MeOH 21% (5 mL): SG.3.3.3.5. (0 mg), MeOH 25% (5 mL): SG.3.3.3.6. (0 mg). SG.3.3.3.3. (7 mg) enthielt zu 75% eine Verbindung, die über NMR und GC-MS als Salidrosid identifiziert wurde.

202 ______

Isolierung von Martynosid aus SG.2. Schritt 1: VLC über MCI-Gel von SG.2. (42 mg) Elutionsmittel und Fraktionierung: MeOH 10% (5 mL): SG.2.1. (9 mg), MeOH 30% (5 mL): SG.2.2. (2 mg), MeOH 35% (5 mL): SG.2.3. (2 mg), MeOH 40% (5 mL): SG.2.4. (2 mg), MeOH 45% (5 mL): SG.2.5. (2 mg), MeOH 50% (5 mL): SG.2.6. (3 mg), MeOH 55% (5 mL): SG.2.7. (4 mg), MeOH 60% (5 mL): SG.2.8. (6 mg), MeOH 65% (5 mL): SG.2.9. (2 mg), MeOH 70% (5 mL): SG.2.10. (1 mg), MeOH 100% (5 mL): SG.2.11. (1 mg). Schritt 2: Präparative HPLC von SG.2.8. (6 mg) Elutionsmittel: ACN-MeOH-H2O (25.0:7.7:67.3) 7 Fraktionen: SG.2.8.1. (1 mg), SG.2.8.2. (2 mg), SG.2.8.3. (0 mg), SG.2.8.4. (1 mg), SG.2.8.5. (0 mg), SG.2.8.6. (1 mg), SG.2.8.7. (1 mg). SG.2.8.2. (2 mg) enthielt zu >90% eine Verbindung, die über NMR-Spektroskopie als Martynosid identifiziert wurde.

Nachweis von Catalpol In den Fraktionen SG.5., SG.6. und SG.7. ließ sich über GC-MS und GC-Additionsanalyse Catalpol nachweisen. Nachweis von Harpagid In den Fraktionen SG.5. und SG.6. ließ sich über GC-MS und GC-Additionsanalyse Harpagid nachweisen. Nachweis von Aucubin In den Fraktionen SG.5. und SG.6. ließ sich über GC-MS und GC-Additionsanalyse Aucubin nachweisen. Nachweis von Ajugol In den Fraktionen SG.3., SG.4., SG.5. und SG.6. ließ sich über GC-MS und GC- Additionsanalyse Ajugol nachweisen. Bei der Isolierung von 6-Desoxyharpagid aus den vereinigten Fraktionen SG.3. und SG.4. wurde Ajugol als Fraktion SG.3.3.2.3. rein erhalten.

203 ______

Verbindungen aus Gmelina asiatica

Extraktion: Pflanzenmaterial: 141g gefriergetrocknetes Kraut Extraktion mit 96%, 90% und 70% Ethanol Hydrophiler Extrakt: 26,73 g

Grobfraktionierung VLC über RP-18 in 6 Durchgängen á 4 g hydrophiler Extrakt verwendete Säule: Säule 1 Elutionsmittel und Fraktionierung:

H2O (6 x 500 mL): II.1. (9,13 g), MeOH 10% (6 x 250 mL): II.2. (347 mg), MeOH 20% (6 x 250 mL): II.3. (345 mg), MeOH 30% (6 x 250 mL): II.4. (407 mg), MeOH 40% (6 x 250 mL): II.5. (675 mg), MeOH 50% (6 x 250 mL): II.6. (948 mg), MeOH 60% (6 x 250 mL): II.7. (4,90 g), MeOH 70% (6 x 250 mL): II.8. (4,22 g), MeOH 80% (6 x 250 mL): II.9. (1,01 g), MeOH 90% (6 x 250 mL): II.10. (143 mg), MeOH 100% (6 x 250 mL): II.11. (23 mg).

Isolierung von Verbindung A: 6-O-a-L-(4’’-O-Acetyl, 2’’-O-benzoyl)rhamnopyranosylcatal- pol und Verbindung C aus II.8. Schritt 1: SC über Sephadex LH-20 von II.8. (4,22 g) verwendete Säule: Säule 1 6 Fraktionen: II.8.1. 46 mg), II.8.2. (285 mg), II.8.3. (686 mg), II.8.4. (2,40 g), II.8.5. (338 mg), II.8.6. (203 mg). Schritt 2: MLCCC der Fraktion II.8.4. (2,40 g) in 3 Durchgängen á 680 mg 10 Fraktionen im NEM: II.8.4.1. (7 mg), II.8.4.2. (12 mg), II.8.4.3. (48 mg), II.8.4.4. (27 mg), II.8.4.5. (19 mg), II.8.4.6. (15 mg), II.8.4.7. (65 mg), II.8.4.8. (93 mg), II.8.4.9. (102 mg), II.8.4.10. (45 mg). 4 Fraktionen im REM:, II.8.4.11. (861 mg), II.8.4.12. (474 mg), II.8.4.13. (97 mg), II.8.4.14. (119 mg). Schritt 3: MPLC von II.8.4.3. (48 mg) Elution mit zwei nacheinander angewendeten Elutionsmitteln: Elutionsmittel 1: ACN 29% Elutionsmittel 2: MeOH 204 ______

7 Fraktionen mit Elutionsmittel 1: II.8.4.3.1. (7 mg), II.8.4.3.2. (10 mg), II.8.4.3.3. (2 mg), II.8.4.3.4. (5 mg), II.8.4.3.5. (2 mg), II.8.4.3.6. (5 mg), II.8.4.3.7. (2 mg). 1 Fraktion mit Elutionsmittel 2: II.8.4.3.8. (5 mg). Die iridoidhaltigen Fraktionen wurden unter den Bedingungen für hydrolyseempfindliche Verbindungen aufgearbeitet. II.8.4.3.2. (10 mg) enthielt zu >90% Verbindung A, welche mit NMR-Spektroskopie als 6-O- a-L-(4’’-O-Acetyl, 2’’-O-benzoyl)rhamnopyranosylcatalpol identifiziert wurde. II.8.4.3.6. (10 mg) enthielt zu 55% Verbindung C, welche mit NMR-Spektroskopie als 6-O-a- L-(3’’-O-Acetyl, 4’’-O-benzoyl)rhamnopyranosylcatalpol oder als 6-O-a-L-(4’’-O-Acetyl, 3’’-O-benzoyl)rhamnopyranosylcatalpol identifiziert wurde. Daneben enthielt die Fraktion zu 35% Verbindung A und zu 10% Verbindung B. Beide entstanden durch Umlagerung aus Verbindung C während der Aufarbeitung der Fraktion.

Isolierung von Verbindung B: 6-O-a-L-(3’’-O-Acetyl, 2’’-O-benzoyl)rhamnopyranosylcatal- pol aus II.8.4.5. Schritt 1: MPLC von II.8.4.5. (19 mg) Elution mit zwei nacheinander angewendeten Elutionsmitteln: Elutionsmittel 1: ACN 29% Elutionsmittel 2: MeOH 5 Fraktionen mit Elutionsmittel 1: II.8.4.5.1. (7 mg), II.8.4.5.2. (0 mg), II.8.4.5.3. (3 mg), II.8.4.5.4. (1 mg), II.8.4.5.5. (3 mg). 2 Fraktionen mit Elutionsmittel 2: II.8.4.5.6. (1 mg), II.8.4.5.7. (1 mg). Die iridoidhaltige Fraktion wurde unter den Bedingungen für hydrolyseempfindliche Verbindungen aufgearbeitet. II.8.4.5.3. (3 mg) enthielt zu >95% Verbindung B, welche mit NMR-Spektroskopie als 6-O- a-L-(3’’-O-Acetyl, 2’’-O-benzoyl)rhamnopyranosylcatalpol identifiziert wurde.

Isolierung von Verbindung C aus II.8.4.4. Schritt 1: MPLC von II.8.4.4. (27 mg) Elution mit zwei nacheinander angewendeten Elutionsmitteln: Elutionsmittel 1: ACN 29% Elutionsmittel 2: MeOH 205 ______

10 Fraktionen mit Elutionsmittel 1: II.8.4.4.1. (4 mg), II.8.4.4.2. (1 mg), II.8.4.4.3. (0,5 mg), II.8.4.4.4. (0,5 mg), II.8.4.4.5. (2 mg), II.8.4.4.6. (1 mg), II.8.4.4.7. (0,5 mg), II.8.4.4.8. (1 mg), II.8.4.4.9. (3,5 mg), II.8.5.4.10. (0,5 mg). 1 Fraktion mit Elutionsmittel 2: II.8.4.4.10. (2 mg). Die iridoidhaltigen Fraktionen wurden unter den normalen Bedingungen und nicht unter denen für hydrolyseempfindliche Verbindungen aufgearbeitet.

II.8.4.4.9. (3,5 mg) enthielt nach zweimaligem D2O-Austausch zu 37% Verbindung C, welche mit NMR-Spektroskopie als 6-O-a-L-(3’’-O-Acetyl, 4’’-O-benzoyl)rhamnopyranosylcatalpol oder 6-O-a-L-(4’’-O-Acetyl, 3’’-O-benzoyl)rhamnopyranosylcatalpol identifiziert wurde. Daneben enthielt die Fraktion zu 33% Verbindung A und zu 30% Verbindung B. Beide entstanden durch Umlagerung aus Verbindung C während der Aufarbeitung der Fraktion. Verbindung C wurde zudem aus II.8.4.3. als II.8.4.3.6. isoliert. Durch eine Aufarbeitung der Fraktion unter Bedingungen für hydrolyseempfindliche Verbindungen konnten hier Umlagerungsreaktionen vermindert werden.

Isolierung von Verbindung D: 6-O-a-L-(2’’-O-trans-p-Methoxycinnamoyl)rhamnopyranosyl- catalpol aus II.8.4.7. Schritt 1: MPLC von II.8.4.7. (30 mg) Elution mit zwei nacheinander angewendeten Elutionsmitteln: Elutionsmittel 1: ACN 26% Elutionsmittel 2: MeOH 7 Fraktionen mit Elutionsmittel 1: II.8.4.7.1. (5 mg), II.8.4.7.2. (0,5 mg), II.8.4.7.3. (0 mg), II.8.4.7.4. (1,5 mg), II.8.4.7.5. (0,5 mg), II.8.4.7.6. (6 mg), II.8.4.7.7. (6 mg). 1 Fraktion mit Elutionsmittel 2: II.8.4.7.8. (5 mg). Die iridoidhaltige Fraktion wurde unter den Bedingungen für hydrolyseempfindliche Verbindungen aufgearbeitet. II.8.4.7.4. (1,5 mg) enthielt zu >90% Verbindung D, welche mit NMR-Spektroskopie als 6-O- a-L-(2’’-O-trans-p-Methoxycinnamoyl)rhamnopyranosylcatalpol identifiziert wurde.

206 ______

Isolierung von Verbindung E: 6-O-a-L-(4’’-O-Acetyl, 2’’-O-trans-coumaroyl)rhamnopyrano- sylcatalpol aus II.8.4.8. Schritt 1: VLC über MCI-Gel von II.8.4.8. (55 mg)

Elutionsmittel und Fraktionierung: H2O (5 mL): II.8.4.8.1. (0 mg), MeOH 10% (5 mL): II.8.4.8.2. (0 mg), MeOH 20% (5 mL): II.8.4.8.3. (0,5 mg), MeOH 30% (5 mL): II.8.4.8.4. (0,5 mg), MeOH 40% (5 mL): II.8.4.8.5. (1 mg), MeOH 45% (5 mL): II.8.4.8.6. (8 mg), MeOH 50% (5 mL): II.8.4.8.7. (17 mg), MeOH 55% (5 mL): II.8.4.8.8. (17 mg), MeOH 60% (5 mL): II.8.4.8.9. (8 mg), MeOH 70% (5mL), II.8.4.8.10. (4 mg), MeOH 100% (5 mL): II.8.4.8.11. (1 mg). Schritt 2: MPLC von den vereinigten Fraktionen II.8.4.8.7. und II.8.4.8.8. (34 mg) Elutionsmittel: ACN 27% 11 Fraktionen: II.8.4.8.8.1. (2 mg), II.8.4.8.8.2. (0,5 mg), II.8.4.8.8.3. (3 mg), II.8.4.8.8.4. (1 mg), II.8.4.8.8.5. (3 mg), II.8.4.8.8.6. (2 mg), II.8.4.8.8.7. (0,5 mg), II.8.4.8.8.8. (2 mg), II.8.4.8.8.9. (0,5 mg), II.8.4.8.8.10. (1 mg), II.8.4.8.8.11. (1 mg). Die iridoidhaltige Fraktion wurde unter den Bedingungen für hydrolyseempfindliche Verbindungen aufgearbeitet. II.8.4.8.8.3. (3 mg) enthielt zu >90% Verbindung E, welche mit NMR-Spektroskopie als 6-O- a-L-(4’’-O-Acetyl, 2’’-O-trans-coumaroyl)rhamnopyranosylcatalpol identifiziert wurde.

Nachweis von Catalpol In der Fraktion II.3. ließ sich über GC-MS und GC-Additionsanalyse Catalpol nachweisen. Nachweis von Gardosid In den Fraktionen II.4. und II.5. ließ sich über GC-MS und GC-Additionsanalyse Gardosid nachweisen. Nachweis von Geniposidsäure In der Fraktion II.5. ließ sich über GC-MS und GC-Additionsanalyse Geniposidsäure nachweisen. Nachweis von 8-epi-Loganinsäure In der Fraktion II.5. ließ sich über GC-MS und GC-Additionsanalyse 8-epi-Loganinsäure nachweisen. Nachweis von Mussaenosidsäure In der Fraktion II.5. ließ sich über GC-MS Mussaenosidsäure nachweisen.

207 ______

Verbindungen aus Congea tomentosa

Extraktion: Pflanzenmaterial: 56 g gefriergetrocknetes Kraut Extraktion mit 96%, 90% und 70% Ethanol Hydrophiler Extrakt: 7,75 g

Grobfraktionierung VLC über RP-18 in 2 Durchgängen á 3,9 g hydrophiler Extrakt verwendete Säule: Säule 1 Elutionsmittel und Fraktionierung:

H2O (2 x 500 mL): CT.1. (2,01 g), MeOH 10% (2 x 250 mL): CT.2. (266 mg), MeOH 20% (2 x 250 mL): CT.3. (597 mg), MeOH 30% (2 x 250 mL): CT.4. (334 mg), MeOH 40% (2 x 250 mL): CT.5. (382 mg), MeOH 50% (2 x 250 mL): CT.6. (702 mg), MeOH 60% (2 x 250 mL): CT.7. (680 mg), MeOH 70% (2 x 250 mL): CT.8. (562m g), MeOH 80% (2 x 250 mL): CT.9. (539 mg), MeOH 100% (2 x 250 mL): CT.10. (650 mg).

Isolierung von 3-Methoxy-4-hydroxyphenol-1-O-b-D-glucopyranosid und Aucubin aus CT.4. Schritt 1: SC über Kieselgel von CT.4. (334 mg) verwendete Säule: Säule 3 Elutionsmittel 1: DMW (70:30:3) Elutionsmittel 2: MeOH 6 Fraktionen mit Elutionsmittel 1: CT.4.1. (8 mg), CT.4.2. (17 mg), CT.4.3. (21 mg), CT.4.4. (10 mg), CT.4.5. (35 mg), CT.4.6. (24 mg). 1 Fraktion mit Elutionsmittel 2: CT.4.7. (38 mg). Schritt 2a: VLC über MCI-Gel von CT.4.1. (8 mg)

Elutionsmittel und Fraktionierung: H2O (5 mL): CT.4.1.1. (0 mg), MeOH 5% (5 mL): CT.4.1.2. (0,5 mg), MeOH 10% (5 mL): CT.4.1.3. (1 mg), MeOH 13% (5 mL): CT.4.1.4. (0,5 mg), MeOH 16% (5 mL): CT.4.1.5. (0 mg), MeOH 19% (5 mL): CT.4.1.6. (0 mg), MeOH 22% (5 mL): CT.4.1.7. (0 mg), MeOH 25% (5 mL): CT.4.1.8. (0 mg), MeOH 30% (5 mL): CT.4.1.9. (0 mg), MeOH 35% (5 mL): CT.4.1.10. (0 mg), MeOH 40% (5 mL): CT.4.1.11. (0 mg), MeOH 50% (5 mL): CT.4.1.12. (0 mg), MeOH 70% (5 mL CT.4.1.13. (0 mg), MeOH 100% (5 mL): CT.4.1.14. (0 mg). 208 ______

Schritt 2b: VLC über MCI-Gel von CT.4.2. (17 mg)

Elutionsmittel und Fraktionierung: H2O (5 mL): CT.4.2.1. (5 mg), MeOH 3% (5 mL): CT.4.2.2. (4 mg), MeOH 6% (5 mL): CT.4.2.3. (1 mg), MeOH 9% (5 mL): CT.4.2.4. (0,5 mg), MeOH 12% (5 mL): CT.4.2.5. (0 mg), MeOH 15% (5 mL): CT.4.2.6. (0 mg), MeOH 100% (5 mL): CT.4.2.7. (1 mg). Schritt 3a: Präparative DC von CT.4.3. (21 mg)

2 Fraktionen: Rf 0.65 - 0.525: CT.4.3.1 (1 mg), Rf 0.5 - 0.35: CT.4.3.2. (5 mg). CT.4.3.2. enthielt zu 80% Aucubin. Schritt 3b: Präparative DC von den vereinigten Fraktionen CT.4.2.1. bis CT.4.2.3. (11 mg)

2 Fraktionen: Rf 0.65 - 0.525: CT.4.2.2.1 (4 mg), Rf 0.5 - 0.35: CT.4.2.2.2. (3 mg). CT.4.2.2.1. enthielt zu 80% Aucubin. Schritt 4: Präparative HPLC von den vereinigten Fraktionen CT.4.1.3., CT.4.2.2.1. und CT.4.3.1. (6 mg) Elutionsmittel: ACN-MeOH-H2O (2.75:0.85:96.4) 4 Fraktionen: CT.4.3.1.1. (2 mg), CT.4.3.1.2. (0,5 mg), CT.4.3.1.3. (1 mg), CT.4.3.1.4. (0,5 mg). CT.4.3.1.1. (2 mg) enthielt zu >90% eine Verbindung, die über NMR-Spektroskopie und GC- MS als 3-Methoxy-4-hydroxyphenol-1-O-b-D-glucopyranosid identifiziert wurde.

Isolierung von Eurostosid aus CT.7. Schritt 1: MLCCC der Fraktion CT.7. (380 mg) 7 Fraktionen im NEM: CT.7.1. (5 mg), CT.7.2. (13 mg), CT.7.3. (19 mg), CT.7.4. (13 mg), CT.7.5. (17 mg), CT.7.6. (18 mg), CT.7.7. (9 mg). 4 Fraktionen im REM: CT.7.8. (84 mg), CT.7.9. (91 mg), CT.7.10. (61 mg), CT.7.11. (49 mg). Schritt 2: VLC über MCI-Gel von CT.7.5. (17 mg) Elutionsmittel und Fraktionierung: MeOH 10% (5 mL): CT.7.5.1. (0,5 mg), MeOH 30% (5 mL): CT.7.5.2. (1 mg), MeOH 40% (5 mL): CT.7.5.3. (1 mg), MeOH 50% (5 mL): CT.7.5.4. (8 mg), MeOH 55% (5 mL): CT.7.5.5. (5 mg), MeOH 60% (5 mL): CT.7.5.6. (2 mg), MeOH 65% (5 mL): CT.7.5.7. (0,5 mg), MeOH 70% (5 mL): CT.7.5.8. (0,5 mg), MeOH 100% (5 mL): CT.7.5.9. (1 mg). 209 ______

Schritt 3: Präparative HPLC von CT.7.5.4. (8 mg)

Elutionsmittel: ACN-MeOH-H2O (6.2:30.8:63) 6 Fraktionen: CT.7.5.4.1. (2 mg), CT.7.5.4.2. (0,5 mg), CT.7.5.4.3. (0,5 mg), CT.7.5.4.4. (0,5 mg), CT.7.5.4.5. (1,5 mg), CT.7.5.4.6. (0,5 mg). CT.7.5.4.5. (1,5 mg) enthielt zu >90% eine Verbindung, die über NMR-Spektroskopie als Eurostosid identifiziert wurde.

Isolierung von (-)-Epicatechin aus CT.6. Schritt 1: SC über Sephadex LH-20 von CT.6. (702 mg) verwendete Säule: Säule 2 8 Fraktionen: CT.6.1. (49 mg), CT.6.2. (94 mg), CT.6.3. (84 mg), CT.6.4. (91 mg), CT.6.5. (37 mg), CT.6.6. (35 mg), CT.6.7. (31 mg), CT.6.8. (21 mg). Schritt 2: SC über Kieselgel von CT.6.4. (91 mg) verwendete Säule: Säule 4 Elution mit zwei nacheinander angewendeten Elutionsmitteln: Elutionsmittel 1: DMW (80:20:2) Elutionsmittel 2: MeOH 8 Fraktionen mit Elutionsmittel 1: CT.6.4.1. (1 mg), CT.6.4.2. (50 mg), CT.6.4.3. (2 mg), CT.6.4.4. (2 mg), CT.6.4.5. (6 mg), CT.6.4.6. (3 mg), CT.6.4.7. (1 mg), CT.6.4.8. (2 mg). 1 Fraktion mit Elutionsmittel 2: CT.6.4.9. (7 mg). Schritt 3: VLC über MCI-Gel von CT.6.4.2. (30 mg)

Elutionsmittel und Fraktionierung: H2O (5 mL): CT.6.4.1. (0 mg), MeOH 20% (5 mL): CT.6.4.2. (1 mg), MeOH 30% (5 mL): CT.6.4.3. (18 mg), MeOH 40% (5 mL): CT.6.4.4. (7 mg), MeOH 50% (5 mL): CT.6.4.5. (1 mg), MeOH 70% (5 mL): CT.6.4.6. (0,5 mg), MeOH 100% (5 mL): CT.6.4.7. (1 mg). CT.6.4.2.3. (18 mg) und CT.6.4.2.4. (7 mg) enthielten jeweils zu >90% eine Verbindung, die über NMR-Spektroskopie als (-)-Epicatechin identifiziert wurde.

Nachweis von Aucubin In der Fraktion CT.4. ließ sich über GC-MS und GC-Additionsanalyse Aucubin nachweisen. Bei der Isolierung von 3-Methoxy-4-hydroxyphenol-1-O-b-D-glucopyranosid aus CT.4. wurde Aucubin als Fraktionen CT.4.3.2. und CT.2.2.1. zu 80% angereichert.

210 ______

6.2.3. Eigenschaften der Verbindungen

Ajugol

Summenformel: C15H24O9, Mr: 348 TMS-Derivat:

Summenformel: C33H72O9Si6, Mr: 780

GC: Rt 12.5 min GC-MS: m/z (Rel. Int.): 402 (1.6), 313 (14.0), 312 (35.5), 223 (24.2), 183 (31.7), 81 (12.4)

Aucubin

Summenformel: C15H22O9, Mr: 346 TMS-Derivat:

Summenformel: C33H70O9Si6, Mr: 778

GC: Rt 13.4 min GC-MS: m/z (Rel. Int.): 400 (5.3), 311 (12.6), 310 (18.6), 282 (12.6), 221 (22.2).

6-Desoxyharpagid

Summenformel: C15H24O9, Mr: 348 1H-NMR: siehe Tab. 3.10. TMS-Derivat:

Summenformel: C33H72O9Si6, Mr: 780

GC: Rt 12.2 min GC-MS: m/z (Rel. Int.): 402 (1.7), 313 (7.3), 312 (9.3), 223 (68.1).

(-)-Epicatechin

Summenformel: C15H14O6, Mr: 266 24 Spezifische Drehung: [a]D = -54,90° (MeOH, c 5,665 mg/mL). 1H-NMR: siehe Tab. 3.14. 13C-NMR: siehe Tab. 3.14. TMS-Derivat:

Summenformel: C30H54O6Si5, Mr: 626

GC: Rt 17.0 min GC-MS: m/z (Rel. Int.): 368 (100.0). 211 ______

Eurostosid

Summenformel: C24H28O11, Mr: 492

HPLC: Rt (Elutionsmittel: ACN-MeOH-H2O = 6.2:30.8:63.0) 29.3 min (lmax=311 nm) 1H-NMR: siehe Tab. 3.13. 13C-NMR: siehe Tab. 3.13.

Harpagid

Summenformel: C15H24O10, Mr: 364 TMS-Derivat:

Summenformel: C36H80O10Si7, Mr: 868

GC: Rt 14.9 min GC-MS: m/z (Rel. Int.): 490 (3.3), 401 (148), 331 (19.0), 311 (38.8), 283 (13.9), 257 (30.8), 231 (14.7), 211 (15.0).

Gardosid

Summenformel: C16H22O10, Mr: 374 TMS-Derivat:

Summenformel: C34H70O10Si6, Mr: 806

GC: Rt 20.3 min GC-MS: m/z (Rel. Int.): 428 (2.4), 338 (3.5), 331 (3.5), 249 (6.3), 179 (2.8).

Geniposidsäure

Summenformel: C16H22O10, Mr: 374 TMS-Derivat:

Summenformel: C34H70O10Si6, Mr: 806

GC: Rt 21.0 min GC-MS: m/z (Rel. Int.): 428 (2.7), 339 (13.7), 338 (25.7), 310 (12.2), 249 (18.0), 159 (9.7).

8-epi-Loganinsäure

Summenformel: C16H24O10, Mr: 376 TMS-Derivat:

Summenformel: C34H72O10Si6, Mr: 808

GC: Rt 19.9 min GC-MS: m/z (Rel. Int.): 430 (10.5), 473 (3.7), 341 (8.6), 340 (7.9), 331 (8.3), 319 (7.1), 251 (13.1), 181 (10.2). 212 ______

Martynosid

Summenformel: C31H38O15, Mr: 650

HPLC: Rt (Elutionsmittel: ACN-MeOH-H2O=25.0:7.7:67.3) 22.2 min (lmax=198.2 nm und 325.5 nm) 1H-NMR: siehe Tab. 3.12.

3-Methoxy-4-hydroxyphenol-1-O-b-D-glucopyranosid

Summenformel: C13H18O8, Mr: 302

HPLC: Rt (Elutionsmittel: ACN-MeOH-H2O = 2.75:0.85:96.4) 18.4 min (lmax=198 nm) 1H-NMR: siehe Tab. 3.15. 13C-NMR: siehe Tab. 3.15. TMS-Derivat:

Summenformel: C28H58O8Si5, Mr: 662

GC: Rt 12.6 min GC-MS: m/z (Rel. Int.): 284 (52.0), 212 (11.3), 182 (5.6).

Mussaenosidsäure

Summenformel: C16H24O10, Mr: 376 1H-NMR: siehe Tab. 3.7. 13C-NMR: siehe Tab. 3.7. TMS-Derivat:

Summenformel: C34H72O10Si6, Mr: 808

GC: Rt 19.5 min GC-MS: m/z (Rel. Int.): 430 (2.4), 341 (7.7), 340 (12.0), 251 (28.2), 312 (13.5), 311 (15.5), 161 (17.5).

Pinosylvinglucosid

Summenformel: C20H22O7, Mr: 374

HPLC: Rt (Elutionsmittel: ACN-MeOH-H2O=25.0:7.7:67.3) 41.8 min (lmax=306.5 nm) 1H-NMR: siehe Tab. 3.8. TMS-Derivat:

Summenformel: C35H62O7Si5, Mr: 734

GC: Rt 28.5 min GC-MS: m/z (Rel. Int.): 423 (2.2), 356 (70.41), 319 (4.6), 284 (3.3), 117 (7.6)

213 ______

Salidrosid

Summenformel: C14H20O7, Mr: 300 1H-NMR: siehe Tab. 3.11. TMS-Derivat:

Summenformel: C19H60O7Si5, Mr: 660

GC: Rt 13.8 min GC-MS: m/z (Rel. Int.): 311 (2.3), 193 (65.1), 192 (67.9).

Speciosid

Summenformel: C24H28O12, Mr: 508 ESI-MS: m/z (Rel. Int.): 547 [M+K]+ (15.5), 531 [M+Na]+ (100.0)

HPLC: Rt (Elutionsmittel: ACN-MeOH-H2O=22.5:6.9:70.6) 23.5 min (lmax=311.3 nm) 1H-NMR: siehe Tab. 3.6. 13C-NMR: siehe Tab. 3.6. TMS-Derivat:

Summenformel: C42H76O12Si6, Mr: 940

GC: Rt 60.15 min GC-MS: m/z (Rel. Int.): 562 (8.3), 473 (3.7), 331 (10.9), 309 (15.3), 308 (10.4), 296 (45.73), 236 (11.6), 219 (67.3), 195 (15.7), 81 (19.0)

Verbindung A: 6-O-a-L-(4’’-O-Acetyl, 2’’-O-benzoyl)rhamnopyranosylcatalpol

Summenformel: C30H38O16, Mr: 654

HPLC: Rt (Elutionsmittel: ACN 29%) 18.8 min (lmax=231 nm) 1H-NMR: siehe Tab. 3.3. 13C-NMR: siehe Tab. 3.3.

Verbindung B: 6-O-a-L-(3’’-O-Acetyl, 2’’-O-benzoyl)rhamnopyranosylcatalpol

Summenformel: C30H38O16, Mr: 654 ESI-MS: m/z (Rel. Int.): 677 [M+Na]+ (100.0).

HPLC: Rt (Elutionsmittel: ACN 29%) 23.4 min (lmax=231 nm) 24 Spezifische Drehung: [a]D = -97,47° (ACN, c 1,58 mg/mL). 1H-NMR: siehe Tab. 3.3. 13C-NMR: siehe Tab. 3.3.

214 ______

Verbindung C

Summenformel: C30H38O16, Mr: 654

HPLC: Rt (Elutionsmittel: ACN 29%) 36.3 min (lmax=231 nm) 1H-NMR: siehe Tab. 3.3. 13C-NMR: siehe Tab. 3.3.

Verbindung D: 6-O-a-L-(2’’-O-trans-p-Methoxycinnamoyl)rhamnopyranosylcatalpol

Summenformel: C31H40O16, Mr: 668

HPLC: Rt (Elutionsmittel: ACN 28%) 15.5 min (lmax=311 nm) 1H-NMR: siehe Tab. 3.5. 13C-NMR: siehe Tab. 3.5.

Verbindung E: 6-O-a-L-(4’’-O-Acetyl, 2’’-O-trans-coumaroyl)rhamnopyranosylcatalpol

Summenformel: C32H40O17, Mr: 696 ESI-MS: m/z (Rel. Int.): 719 [M+Na]+ (38.2), 697 [M+H]+ (15.4).

HPLC: Rt (Elutionsmittel: ACN 27%) 15,9 min (lmax=316 nm) 1H-NMR: siehe Tab. 3.4. 13C-NMR: siehe Tab. 3.4.

Verminosid

Summenformel: C24H28O13, Mr: 524 1H-NMR: siehe Tab. 3.9. 13C-NMR: siehe Tab. 3.9. TMS-Derivat:

Summenformel: C45H84O13Si7, Mr: 1028

GC: Rt 69.0 min GC-MS: m/z (Rel. Int.): 650 (3.7), 561 (2.8), 324 (37.5), 307 (32.4), 296 (15.3), 219 (17.2), 195 (17.3), 137 (11.1), 81 (17.6).

215 ______6.3. Datenauswertung

Computer: Pentiumâ III processor 128 MB RAM Betriebssystem: Microsoft Windowsâ 2000

Rechenprogramme: NONA ver. 2.0 (Goloboff, 1993) , Bootstrap und Jackknife über Winclada (BETA) ver. 0.9.99 i, Nixon (1999)

Parametereinstellungen: NONA hold: 4000 mult*N: 20 hold/: 20 Bootstrap Zahl der Wiederholungen: 200 mult*N: 10 hold/: 5 Jackknife Zahl der Wiederholungen: 200 mult*N: 10 hold/: 5

216 ______7. Anhang

7.1. Abbildungen der NMR-Spektren

1 Abb. 7.1.: H-NMR-Spektrum der Fraktion II.8.4.3.2. (Verbindung A) in ACN-d3.

Abb. 7.2.: (nächste Seite): Gedehnte Signale des 1H-NMR-Spektrums der Fraktion II.8.4.3.2. (Verbindung A) in ACN-d3. 217 ______218 ______

1 Abb. 7.3.: H-NMR-Spektrum der Fraktion II.8.4.5.3. (Verbindung B) in ACN-d3.

Abb. 7.4.: (nächste Seite): Gedehnte Signale des 1H-NMR-Spektrums der Fraktion II.8.4.3.6. (Verbindung B) in ACN-d3. 219 ______220 ______

Abb. 7.5.: 1H-NMR-Spektrum der Fraktion II.8.4.3.6. (Verbindung C, daneben Verbindung A und in Spuren Verbindung B) in ACN-d3.

Abb. 7.6.: (nächste Seite): Gedehnte Signale des 1H-NMR-Spektrums der Fraktion II.8.4.5.3. (Verbindung C, daneben Verbindung A und in Spuren Verbindung B) in ACN-d3. 221 ______

222 ______

Abb. 7.7.: TOCSY-Spektrum der Fraktion II.8.4.3.6. (Verbindung C, daneben Verbindung A und in Spuren Verbindung B) in ACN-d3. 223 ______

Abb. 7.8.: HMBC-Spektrum der Fraktion II.8.4.3.6. (Verbindung C, daneben Verbindung A und in Spuren Verbindung B) in ACN-d3. 224 ______

Abb. 7.9.: HMBC-Spektrum der Fraktion II.8.4.4.9. (zu gleichen Teilen Verbindung A, Verbindung B und Verbindung C) in ACN-d3. 225 ______

Abb. 7.10.: 1H-1H-COSY-Spektrum der Fraktion II.8.4.4.9. (zu gleichen Teilen Verbindung A, Verbindung B und Verbindung C) in ACN-d3. 226 ______

1 Abb. 7.11.: H-NMR-Spektrum der Fraktion II.8.4.8.8.4. (Verbindung E) in Aceton-d6.

Abb. 7.12.: (nächste Seite): Gedehnte Signale des 1H-NMR-Spektrums der Fraktion II.8.4.8.8.4. (Verbindung E) in Aceton-d6. 227 ______228 ______

Abb. 7.13.: HMBC-Spektrum der Fraktion II.8.4.8.8.4. (Verbindung E) in Aceton-d6. 229 ______

1 1 Abb. 7.14.: H- H-COSY-Spektrum der Fraktion II.8.4.8.8.4. (Verbindung E) in Aceton-d6. 230 ______7.2. Abbildungen der Fruchtknotenschnitte

Die folgenden Abbildungen zeigen Zeichnungen der angefertigten Fruchtknotenschnitte. Jede Unterfamilie ist durch wenigstens zwei Vertreter repräsentiert. Die Auswahl der hier vorgestellten Arten erfolgte derart, daß die Variationsbreite im Fruchtknotenbau innerhalb der Unterfamilien dargestellt wird. In den Zeichnungen ist der Schnitt aus tiefster Ebene unten im Blatt abgebildet und mit „a“ gekennzeichnet. Schnitte aus höherer Ebene liegen in den Zeichnungen darüber und sind mit b, c, d usw. bezeichnet. Die folgende Auflistung zeigt die abgebildeten Arten und die entsprechende Unterfamilie: Lamioideae Leonurus cardiaca Molucella laevis Lamium maculatum Physostegia virginiana Melittis melissophyllu Sideritis leucantha Pogostemonoideae Pogostemon plectranthoides Scutellarioideae Scutellaria lateriflora Tinnea vesiculosa Holmskioldia sanguinea Viticoideae I Gmelina phillipensis Premna alstonii Ajugoideae Ajuga reptans Caryopteris incana Teucrium chamaedrys Chloanthoideae Chloanthes parvifolia Prostanthera ovalifolia Nepetoideae Ocimum basilicum Plectranthus kameba . Hyptis pectinata Orthosiphon aristatus Perovskia abrotanoides. Prunella grandis Micromeria thymifolia Satureia montana Nepeta nuda 231 ______

Abb. 7.15.: Leonurus cardiaca. Abb. 7.16.: Molucella laevis. Abb. 7.17.: Lamium maculatum. 232 ______

Abb. 7.18.: Physostegia virginiana. Abb. 7.19.: Melittis melissophyllum. 233 ______

Abb. 7.20.: Sideritis leucantha. Abb. 7.21.: Pogostemon plectranthoides. Abb. 7.22.: Scutellaria lateriflora. 234 ______

Abb. 7.23.: Tinnea vesiculosa. Abb. 7.24.: Holmskioldia sanguinea. 235 ______

Abb. 7.25.: Gmelina phillipensis. Abb. 7.26.: Premna alstonii. 236 ______

Abb. 7.27.: Ajuga reptans. Abb. 7.28.: Caryopteris incana. Abb. 7.29.: Teucrium chamaedrys. 237 ______

Abb. 7.30.: Chloanthes parvifolia. Abb. 7.31.: Prostanthera ovalifolia. 238 ______

Abb. 7.32.: Ocimum basilicum. Abb. 7.33.: Plectranthus kameba.. Abb. 7.34.: Hyptis pectinata. 239 ______

Abb. 7.35.: Orthosiphon aristatus. Abb. 7.36.: Perovskia abrotanoides. 240 ______

Abb. 7.37. Prunella grandis. Abb. 7.38.: Micromeria thymifolia. 241 ______

Abb. 7.39.: Satureia montana. Abb. 7.40.: Nepeta nuda. 242 ______7.3. Datensatz

Merkmale 0000000000000000000000000000000000000000000000000000000000000000 0000000000111111111122222222223333333333444444444455555555556666 0123456789012345678901234567890123456789012345678901234567890123

LAVANGUS 0000010000010000010001000000010000001000011100000011000001100000 ACIALPIN 1010000000000010010000010000011001000000001100010000101000100100 CALCLINO 1000000000000010010000010000011001000000001100010000101000100100 MICCROAT 0010000000000010010000010000011001000000001100010000101000100100 MICTHYMI 0010000000000010010000010000011001000000001100010000101000100100 SATHORTE 1010100000000010100000000000011001000000011100010000110000100000 SATMONTA 1010100000000010100000000000011001000000011100010000110000100000 NEPCATAR 1011000000000000001000000000011001011000001100010001010101100000 NEPNUDA 1011000000000000001000000000011001011000001100010001010101100000 PERABROT 0010011100010011000001000000100001000001000011001011010000000000 HYPPECTI 0011001100000000100000000000001001010000010100001000101001100001 HYPVERTI 0010011100000000100000000000001001010000010100001000101001100001 OCIBASIL 1000011010000100100000010000100001000000000100001000101001100000 OCISANCT 1000011010000100100000010000100001000000000100001000101001100000 ORTARIST 1000011010000100100000000000100001100000000100001100101000100000 PLEKAMEB 1010000000010011100000000000100001011010010100001000101001100000 PLELONGI 1010000000010011100000000000100001011010010100001000101001100000 SIDLEUCA 1000011100000000100000000010011001000000010100010010110100110001 LAMAMPLE 1011011100000000100000010011011001001001000100010000110101010001 LAMMACUL 1000011100000000100000010011011001001001000100010000110101010001 LAMPURPU 1000011100000000100000010011011001001001000100010000110101010001 PHLFRUTI 0000011100000000100000010011011001001001000100010000110101110001 LEOCARDI 1010011100000001100000010011011001001001000100010000110100000001 LEOJAPON 1011011100000001100000010011011001001001000100010000110100000001 MELMELIS 1000011010010010000100000001011001001000000100010000110100100001 PRAMAJUS 0000110000000010100000010011011001001001000100010000110101100001 PHYVIRGI 1010110110000000100000000001011001000000000100010000110000000001 ANIINDIC 1000011100000000100000000001011001000001001100010000110010000001 ANIMALAB 1000000100000000100000000001011001000001001100010000110010000001 LEUCANUM 0000011100010010100000000000110001000000000100100000100000000001 POGCABLI 0011011100000000100000000011110001000000000100100000000000000001 POGPLECT 0011011100000000100000000011110001000000000100100000000000000001 SCUALBID 1000100010011011010000000000110001001000000100010000110110100001 SCUALTIS 1000100010011011010000000000110001001000000100010000110110100001 SCUCOLUM 1000100010011011010000100100110001001000000100010000110110100001 SCULATER 1010100000011011010000100000110001001000000100010000110110100001 SCUGALER 1010100000011011010000100000110001001000000100010000110110100001 TINAETHI 0000100000011011010000000001011001000000000100010000110100100001 TINVESIC 0000100000011011010000000000011001000000000100010000110100100001 TINZAMBE 0000000000011011010000000001011001000000000100010000110100100001 HOLSANGU 0000000000011000010000000100010001000000000100010000110000000001 PREODORA 0000000000010010000100100101011001010000010100010000100000100000 PREMICRO 0000000000010010000100100100011001000000010100010000110000100000 PRESERRA 0000000000010011000100100101011001000000010100000000010000000000 PRESUBSC 0000000000010011000100100101011001000000010100010000000000000000 PREALSTO 0000000000011011010000100101011001011000011100010000100000000000 GMEASIAT 0000000001010010000100100001011001000000000100010000100100100000 GMEPHILI 0000100101010010000100100001011001000000000100010000100100100000 GMEARBOR 0010000000010010000100100000011001000000000100010000100100100000 AJUCHAMA 1000110110000000000100000000001001000000100100010000110101100001 AJUDECUM 1000011110000000000100000000001001000000100100010000110101100001 AJUREPTA 1000011110000000000100000000001001000000100100010000110101100001 TEUCHAMA 1000100010000000100000000000001111010000011100010000110101100001 TEUFRUTI 0000100010000000100000001000001111010000010100010100110101100001 TEUHIRCA 1000100010000000100000000000001111010000010100010000110101100001 SPATEUCR 0000100000100000100000000000000111010000010100010000100101100000 TEDPARVI 1000100000000000100000000000000111010000010100010000100101100000 CARINCAN 0000000010000000100000000000000001010000010100000000100000000000 CARCLADO 0000000010000000100000000000000001010000010100000000100000000000 TRILANAT 1000000010000000100000000000000101010000010100010100100001100000 CARBICOL 0000000000000000100000000000000101010000010100010100100101100000 CARDIVAR 0000000000000000000100001000000101010000010100010100100101100000 RHOINCIS 0000001100000000001000000000000110100000000100000100000000000000 RHOMYRIC 0000000000000000000100001000000101010000010100010100100000000000 RHOUGAND 0100000000000000000100001000000101010000010100010100100000000000 CLESPINE 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Fortsetzung Datensatz

Merkmale 0000000000000000000000000000000000001111111111111111111111111111 6666667777777777888888888899999999990000000000111111111122222222 4567890123456789012345678901234567890123456789012345678901234567

LAVANGUS 0110001011000001100101000000010000000010000000000000000000000000 ACIALPIN 0100001011000001100101000000011000000010000000000000000000000000 CALCLINO 0100001011000001100101000000011000000010000000000000000000000000 MICCROAT 0100001011000001100101000000011000000010000000000000000000000000 MICTHYMI 0100001011000001100101000000011000000010000000000000000000000000 SATHORTE 0100001011000001100101000000011000000010000000000000000000000000 SATMONTA 0100001011000001100101000000011000000010000000000000000000000000 NEPCATAR 0110001011001001100101000000010000100010000001010001001101000000 NEPNUDA 0110001011001001100101000000010000100010000000000001001100000000 PERABROT 0110001001000001100101000000011000000001000000000000000000000000 HYPPECTI 0100101011001001100101010000010100000010000000000000000000000000 HYPVERTI 0100101011001001100101010000010100000010000000000000000000000000 OCIBASIL 0100101011000001100110010000010100000000000000000000000000000000 OCISANCT 0100101011000001100101010000010100000000000000000000000000000000 ORTARIST 0100101011000001100101010000010100000000000000000000000000000000 PLEKAMEB 0100?01011000001100101000000010100001010000000000000000000000000 PLELONGI 0100?01011000001100101000000010100000010000000000000000000000000 SIDLEUCA 1000011001000001100010010001000000000000000000011010110010000011 LAMAMPLE 1000111001000001100010010001000000000100000001100010110011000001 LAMMACUL 1000111001000001100010010001000000000100000000000010110010000000 LAMPURPU 1000111001000001100010010001000000000100000000000010110010000000 PHLFRUTI 1000111001000001100010010001000000000100000000100010110011100000 LEOCARDI 1000111011000001100010010001000000000100100000011110110010000000 LEOJAPON 1000111011000001100010010001000000000100100000011010100010000000 MELMELIS 1000111001000001100010010000000000000000000000011010110010000011 PRAMAJUS 1000111001000001100010010000000000000000000000011000010010000011 PHYVIRGI 1000111001000001100010010000000000000000000000111110110011000001 ANIINDIC 1000111001000001100010010000000000000000000001011000100011000011 ANIMALAB 1000111001000001100010010000000000000000000001011000110011000011 LEUCANUM 00001110010000011000000?0000000000000100000000011110100010000001 POGCABLI 0000111011000001100010010000000000000000000001011100100010000001 POGPLECT 0000111011000001100010010000000000000000000001011000000010000001 SCUALBID 1000110001000001100000000000000011100000000001010110100010110001 SCUALTIS 1000110001100001100000000000000011100000000000010110100010100001 SCUCOLUM 1000110001100001100000000000000011100000000000010100000010000001 SCULATER 1000110001100001100000000000000010100000000000010100000010000001 SCUGALER 1000110001100001100000000000000010100000000001011110110011000001 TINAETHI 1000110011100101010000000100000011100000000001010110100010100001 TINVESIC 1000110011100101010000000100000011100000000000010100000010100001 TINZAMBE 1000110011100101010000000100000011100000000000000000000000000000 HOLSANGU 1000111110100101010001010000000010000000001001011100100011010101 PREODORA 0000011110000010000100110000000000010000000000110110100011011101 PREMICRO 0000011110000010000100110000000000010000000000011100000010010101 PRESERRA 0000011110000010000100110000000000010000000000110110100010010101 PRESUBSC 0000011110000010000100110000000000010000000000110110100011101001 PREALSTO 000001111000001000010011000000000001000000000??1?1?0?00010??0?01 GMEASIAT 0000111110000010000100110000000000010000001001011100100011010101 GMEPHILI 0000111110000010000100110000000000010000001001011100100011010101 GMEARBOR 000011111000001000010011000000000001000000100?010100100010010101 AJUCHAMA 0000111001000001010000111010000000000001000100010010110010000000 AJUDECUM 0000111001000001010000111010000000000000000100010110110010010000 AJUREPTA 0000111001000001010000111010000000000000000100010010110010000000 TEUCHAMA 0010011001000001010000111000000000000000000000010010110010000000 TEUFRUTI 0010011011000001010000111000000000000000000000010010110010000000 TEUHIRCA 0010011001000001010000111000000000000000000000011010110010000100 SPATEUCR 0010011111000010000000111000000000000000000000011010110010000000 TEDPARVI 0010011011000001010000111000000000000000000000010010110010000000 CARINCAN 0000111010000101000001000000000000000000000000010010110010000000 CARCLADO 0000111010000101000001000000000000000000000000010010110010000000 TRILANAT 0001011010000001010000111000000000000000000000010010110010000000 CARBICOL 0010011010000101000001010000000000000000000000100010110011000000 CARDIVAR 0001111010000001010000111000000000000000000000010010110010000000 RHOINCIS 0001011010000011010000111000000000010000000010000010110000001000 RHOMYRIC 0001011010000111010000111000000000010000000010000010110000001000 RHOUGAND 0001011010000111010000111000000000010000010010000010110000000000 CLESPINE 00010100100000110100001110000000000100000000???????????????????? FARSPLEN 0001011010000111100000111000000000000000001000010010110010000000 OXEPULCH 0001011011000111100000111000000000000000001000010010110010000000 OXEMORIE 0001011011000111100000111000000000010000001000010010110010000000 CLECAPIA 0001010010000011011000110000000000001000001000011000010010000011 CLETHOMS 0001010010000011011000110000000000001000001000011010110010000011 CLEUMBEL 0001010010000011010000110000000000001000001000011010110010000011 CLEVISCO 0001010010000011010000111000000000001000001000000000000000000000 CLEWALLI 0001011010000011010000111000000000001000001000011000010010000011 CHLPARVI 0000111000010001010000111000000000000000000000010010100010000000 PITANGUS 0000111000010001010000111000000000000000000000010010100010000000 HEAPUNGE 0001011000010001010000111000100000000000000000010100100000100001 PROLASIA 0001111101010001010000111000100000000000000001011010110010000001 PRONIVEA 0001111101010001010000111000100000000000000000010100110010000000 WESEREMI 0000011100010001010000111000100000000000010000010110100010000001

244 ______7.4. Kladogramme mit Jackknife- und Bootstrap-Werten

Abb. 7.41.: Analyse 1: majority consensus tree mit Bootstrap-Werten. 245 ______

Abb. 7.42.: Analyse 1: majority consensus tree mit Jackknife-Werten. 246 ______

Abb. 7.43.: Analyse 2: majority consensus tree mit Bootstrap-Werten. 247 ______

Abb. 7.44.: Analyse 2: majority consensus tree mit Jacknife-Werten. 248 ______7.5. Überblick über Iridoidstrukturen

HO HO COOH H H H

O O OH O OH H H H H HO CH AcO CH AcO CH HO HO OH 3 OGlc 3 OGlc 3 OGlc CH3 O O OCinnamoyl Ajugol Ajugosid Ajureptosid Albidosid O HO O HO COOH HO HO OH H H H H

Cl O O O O O O H H H HO H H CH3 OGlc HO OGlc AcO OGlc AcO OGlc OGlc HO Antirrhinosid Asperulosid Asperulosidsäure Asystasiosid Aucubin

COOCH COOCH 3 3 HO OH OH H HO HO HO O O O O OH O H HO H AcO HO H HO CH3 CH CH CH3 O HO OGlc 3 OGlc 3 OGlc O OH Barlerin Caryoptosid Clandonosid Daunosid HO OH OH OH

trans-pCoum O O O O trans-pCoum O cis-pCoum O H H AcO H CH OH CH OH CH HO OH 3 O O 3 O 3 O O OH O OH O O OH OH OH Decumbesid A Decumbesid B Decumbesid C

COO H CH HO CH3 3 OH H H

cis-Coum O O O O O H H H AcO HO OH H C H C H C CH3 O O 3 O 3 OGlc 3 O OH Decumbesid D 5,9-Dehydronepetalacton 1,5,9- epi-Desoxy- Dihydronepetalacton loganinsäure

Abb. 7.45.: Iridoidstrukturen A-Z. 249 ______

HO H COOCH3 CHO H OH

O H3CO O trans-CinnO H O O O OGlc H H HO CH HO O 3 OGlc CH3 OGlc HO H Durantosid I Euphrosid HO H OH O O H OGlc O O O O H H O CH trans-CoumO OGlc 3 OGlc H3CO 4,4'-Dimethoxy- b-truxinsäurecatalpoldiester Eurostosid Galiridosid

COOH COOH COOGlc HO OH HO OH H H H

HO HO O O O O O H H H HO H HO H H C H C CH3 OH CH3 OGlc 2 OGlc HO OGlc 2 OGlc Gardosid Geniposidsäure Gmephilosid Harpagenin Harpagid

COOCH3 COOCH3 CH3 HO COOCH3 COOCH3 OH OH H H OH

HO HO O O O O O H H H H H HO AcO H C HO HO CH3 OGlc CH3 OGlc 3 O CH3 OGlc CH3 OGlc Ipolamiid Ipolamiidosid Isodihydronepetalacton Lamalbid Lamiid

COOCH3 HO CH3 HO CH3 COOH OH OH OH H

trans-CoumO HO O O O O H H H H HO HO AcO H C CH3 OGlc CH3 OGlc CH3 OGlc 2 OGlc Lamiidosid Lamiol Lamiosid 8-epi-Loganinsäure CH COOH HO OGlc HO 3 HO OH HO OH H H

O O O O O O H H H H H HO HO CH HO OGlc CH3 OGlc HO OGlc CH3 OGlc 3 OGlc Melittosid 4-Methylantirrhinosid Monomelittosid Mussaenosidsäure Myoporosid

Fortsetzung Abb. 7.45.: Iridoidstrukturen A-Z. 250 ______

CH CH CH CH3 3 3 3 H H H H

O O O O H H H H H C H C H C H3C O 3 O 3 O 3 O 4aa,7a,7aa-Nepetalacton 4aa,7a,7ab-Nepetalacton 4ab,7a,7aa-Nepetalacton 4ab,7a,7ab-Nepetalacton COOCH COOH CHO CHO 3 CH3 H H H H H CH OGlc 2 O O O O COOH HO H H H H H CH H C H C H C H C 3 OGlc 3 OGlc 3 OGlc 2 OGlc 3 Nepetanudosid A Nepetanudosid B Nepetanudosid C Nepetanudosid D Nepetariasid CH COOCH CHO 3 HO 3 HO H OH H OH

GlcO HO HO O O O O H HO H HO H H H3C CH H C O 3 OGlc CH3 OGlc 3 OGlc Nepetasid Phlomiol Physosid Plantarenalosid OH HO OH O CH OH HO 3 OH HO O O O CH CH O OH 3 3 O O O Premcorysid O O H O O H H O O H H HO O HO CH CH3 OGlc 3 OGlc HO H Premnaodorosid A CH3 OGlc

CH3 CH3 CH3 CH3

O O O O H O O H O O H HO H O O HO H O HO H O H3C OGlc CH3 OGlc H H HO H C CH3 OGlc 3 OGlc Premnaodorosid B

Fortsetzung Abb. 7.45.: Iridoidstrukturen A-Z. 251 ______

CH3 CH3 CH3 CH3

O O O O H O O H O O H HO H O O HO H O HO H O H2C CH3 OGlc OGlc H H HO H C CH3 OGlc 2 OGlc Premnaodorosid C

CH3 CH3 CH3 CH3 O O O O H O O H O O H HO H O HO HO O H O HO H3C OGlc H O H H2C OGlc H3C OGlc H H2C Premnaodorosid D Premnaodorosid E OGlc

CH3 CH3 CH3 CH3

O O O O H O O H O O H H HO HO O O HO HO H O H O H2C H3C OGlc OGlc H H H C H3C OGlc 2 OGlc Premnaodorosid F

CH3 CH3 CH3 CH3

O O O O H O O H O O H H HO O O HO H O HO H O H2C OGlc CH3 OGlc H H HO H C CH3 OGlc 2 OGlc Premnaodorosid G

Fortsetzung Abb. 7.45.: Iridoidstrukturen A-Z. 252 ______

OH HO 4'' 3'' 2'' HO H3C O 1'' O HO H H OH 6

O O O O O H 1 OH H H O(Glc) AcO 10 O HO OH trans-CinnO 2 CH3 OGlc HO O 1' 6' OH Reptosid 6-O-a-L-Rhamnopyranosylcatalpol Scalbidosid

HO trans-CoumO H HO H H HO COOCH3 H O O O O O H O H OGlc H O OGlc trans-CinnO OGlc HO trans-CoumO HO H CH3 OGlc Scutellariosid I Scutellariosid II Shanzisidmethylester Speciosid

OH O O CHO CHO OGlc OH OH H Cl O O O O O HO H H H H H CH3 H3C H3C HO OGlc OGlc OGlc H2C OGlc CH3 OGlc

Stegiosid I Teucardosid Teuhircosid Ugandosid Velpetin

trans-CaffeoylO H OH O

O O O H HO H CH3 OGlc HO OGlc Verminosid Virginosid

Fortsetzung Abb. 7.45.: Iridoidstrukturen A-Z. 253 ______

An Iridoide gebundene Estergruppen:

O O O O HO H3C O O

HO

Acetyl (Ac) Benzoyl trans-Caffeoyl trans-Cinnamoyl ( trans-Cinn) O

CH3O

HO O HO HO O

cis-p-Coumaroyl trans-p-Coumaroyl ( trans-Coum) cis-Feruloyl

CH3

OH O O O

CH3O HO

H3C

HO O CH3O CH3O

trans-Feruloyl Foliamenthoyl trans-Isoferuloyl trans-p-Methoxycinnamoyl

Abb. 7.46.: Strukturen der Estergruppen an Iridoiden.

254 ______7.6. Abkürzungen der Arten und Dokumentation der Herbarbelege

Ab- Artname Her- Num- leg. det. kürzung bar mer

ACIALPIN Acinos alpinus (L.) Moench FPI 2748 E.-M. Schmidt E.-M. Schmidt AJUCHAMA Ajuga chamaepitys (L.) Schreb FPI 1123 cult. Ruhdorfer AJUDECUM Ajuga decumbens Thunb. FPI 2242 cult. U. Falk AJUREPTA Ajuga reptans L. FPI 2246 U. Falk U. Falk ANIINDIC Anisomeles indica (L.) O. K. FPI 2100 cult. U. Falk ANIMALAB Anisomeles malabarica (Linn.) R. Br. FPI 2584 cult. E.-M. Schmidt CALCLINO Calamintha clinopodium Spenn. FPI 2656 E.-M. Schmidt E.-M. Schmidt FPI 2671 E.-M. Schmidt E.-M. Schmidt FPI 2791 U. Golz U. Golz CARBICOL Caryopteris bicolor (Hardw.) Mabberly; FPI 2220 cult. U. Falk Syn.: C. odorata (D. Don) Robinson CARDIVAR Caryopteris divaricata (S. & Z.) Maxim. FPI 1191 cult. C. Winterhalter CARINCAN Caryopteris incana (Thunb.) Miq. FPI 1193 cult. C. Winterhalter CARCLADO Caryopteris x cladonensis Simmonds FPI 1195 cult. C. Winterhalter CHLPARVI Chloanthes parviflora Walp. W 3642 W. Forsyth A. A. Munir FPI CLECAPIT Clerodendrum capitatum (Willd.) FPI 1209 cult. E. Stenzel Schum. & Thonn. CLESPINE Clerodendrum spinescens (Oliv.) M 72-95/ Guerke; Syn.: Clerodendrum uncinatum 7, 15, Schinz; Kalaharia uncinata (Schinz) 23 Mold. CLETHOMS Clerodendrum thomsonae Balf. F. FPI 1219 cult. C. Winterhalter CLEUMBEL Clerodendrum umbellatum Poir. FPI 1225 cult. Tenge CLEVISCO Clerodendrum viscosum Vent. FPI 1226 cult. E. Stenzel CLEWALLI Clerodendrum wallichii Merr. FPI 1227 cult. Moldenke FARSPLEN Faradaya splendida F. Muell. FPI 2144 cult. D. Willmann GMEARBOR Gmelina arborea Roxb. M 539 P. Döbbeler P. Döbbeler M 72-95/ 334 M 72-95/ 336 GMEASIAT Gmelina asiatica L. FPI 1830 cult. C. Winterhalter GMEPHILI Gmelina philippensis Cham. FPI 1270 cult. C. Winterhalter FPI 1271 cult. C. Winterhalter HEAPUNGE Hemiandra pungens R. Br. B 21747 A. Strid W. A. HOLSANGU Holmskioldia sanguinea Retz. FPI 1276 cult. A. Franke FPI 9 D. Willmann HYPPECTI Hyptis pectinata (L.) Poit. TPI 1901 cult. M. Heinrich HYPVERTI Hyptis verticillata Jacq. FPI 1277 cult. M. Heinrich LAMAMPLE Lamium amplexicaule L. M 84-96, O. Renner 5 M 84-96, H. Roessler 6 LAMMACUL Lamium maculatum L. FPI 2747 E.-M. Schmidt E.-M. Schmidt LAMPURPU Lamium purpureum L. FPI 2687 E.-M. Schmidt E.-M. Schmidt LAVANGUS Lavandula angustifolia Mill. FPI 2650 E.-M. Schmidt E.-M. Schmidt 255 ______

LEOCARDI Leonurus cardiaca L. FPI 2735 M. Heinrich M. Heinrich FPI 55 cult. Bartscht LEOJAPON Leonurus japonicus Houtt. FPI 243 M. Heinrich H. Rimpler, U. Golz FPI 1874 cult. H. Rimpler, U. Golz LEUCANUM Leucosceptrum canum Smith FPI 136 Ohlendorf U. Falk MELMELIS Melittis melissophyllum L. FPI 1323 cult. Tenge MICCROAT Micromeria croatica (Pers.) Briq. FPI 2664 cult. E.-M. Schmidt MICTHYMI Micromeria thymifolia (Scop.) Fritsch FPI 2682 cult. E.-M. Schmidt NEPCATAR Nepeta cataria L. FPI 2699 cult. E.-M. Schmidt FPI 52 Bartscht E.-M. Schmidt NEPNUDA Nepeta nuda L. FPI 2639 E.-M. Schmidt E.-M. Schmidt OCIBASIL Ocimum basilicum L. FPI 19 M. Heinrich M. Heinrich OCISANCT Ocimum sanctum L. FPI 2595 cult. E.-M. Schmidt ORTARIST Ortosiphon aristatus (Blume) Miq. FPI 77.028. cult. E.-M. Schmidt 01 OXEMORIE Oxera morierei Vieill. M 15408 R. Schlechter Moldenke OXEPULCH Oxera pulchella Labill. FPI 1328 cult. Winterhalter PERABROT Perovskia abrotanoides Karel. FPI 2532 cult. E.-M. Schmidt PHLFRUTI Phlomis fruticosa L. FPI 2527 cult. E.-M. Schmidt PHYVIRGI Physostegia virginiana (L.) Bentham FPI 2148 cult. E.-M. Schmidt PITANGUS Pityrodia angustisepala Munir FPI 1914 G. König G. König PLEKAMEB Plectranthus kameba (Okuyama) Ohwi FPI 2626 cult. E.-M. Schmidt PLELONGI Plectranthus longitubus (Miq.) Kudo FPI 2630 cult. E.-M. Schmidt POGCABLI Pogostemon cablin (Blanco) Benth. FPI 1890 cult. M. Heinrich POGPLECT Pogostemon plectranthoides Desf. FPI 1368 cult. U. Falk PRAMAJUS Prasium majus L. FPI 1383 cult. Tenge PREALSTO Premna alstonii Mold. FPI 2614 cult. U. von Mulert PREMICRO Premna microphylla Turcz.; Syn.: P. FPI 1395 cult. C. Winterhalter japonica Miq. PREOBTUS Premna serratifolia L.; Syn.: P. FPI 1389 cult. C. Winterhalter obtusifolia R. Brown PREODORA Premna odorata Blanco M 109- H. Moldenke 88/114 M 97- H. Moldenke 85/68 PRESUBSC Premna subscandens Merrill M 109- M. Ramos H. Moldenke 88/124 PROLASIA Prostanthera lasianthos Labill. FPI 1051 cult. U. Falk PRONIVEA Prostanthera nivea A. Cunn. ex Benth. FPI 1403 cult. K. Tenge ROTINCIS Rotheca incisa (Klotzsch) Steane FPI 1214 cult. E. Stenzel Mabberley; Syn.: Clerodendrum incisum Klotzsch ROTMYRIC Rotheca myricoides (Hochst.) Steane & FPI 1216 cult. E. Stenzel Mabberley ROTUGAND Rotheca myricoides (Hochst.) Steane & FPI 1224 cult. Tenge Mabberley cv. ugandense SATHORTE Satureia hortensis L. FPI 2661 cult. E.-M. Schmidt SATMONTA Satureia montana L. FPI 2672 cult. E.-M. Schmidt SCUALBID Scutellaria albida L. FPI 2638 cult. E.-M. Schmidt SCUALTIS Scutellaria altissima L. FPI 2654 cult. E.-M. Schmidt SCUCOLUM Scutellaria columnae All. FPI 2900 cult. U. Golz SCUGALER Scutellaria galericulata L. FPI 2898 U. Golz U. Golz FPI 2301 U. Falk U. Falk 256 ______

SCULATER Scutellaria lateriflora L. FPI 2902 cult. U. Golz SIDLEUCA Sideritis leucantha Cav. FPI 2250 H. Rimpler H. Rimpler FPI 2619 H. Rimpler H. Rimpler SPATEUCR Spartothamnella teucriiflora (F. Muell.) FPI 2854 cult. E.-M. Schmidt Moldenke TEDPARVI Teucridium parvifolium Hook f. FPI 1483 cult. C. Winterhalter TEUCHAMA Teucrium chamaedrys L. FPI 2299 H. Rimpler H. Rimpler FPI 1497 Tenge Tenge FPI 1535 cult. U. Falk TEUFRUTI Teucrium fruticans L. FPI 1515 cult. U. Falk TEUHIRCA Teucrium hircanicum L. FPI 1523 cult. U. Falk TINAETHI Tinnea aethiopica Kotschny & Peyr. FPI 2895 cult. U. Golz TINVESIC Tinnea vesiculosa Gürke FPI 2922 cult. U. Golz FPI 2767 T. Schlage M. Heinrich TINZAMBE Tinnea zambesiaca Baker FPI 2143 cult. U. Falk TRILANAT Trichostema lanatum Benth. B 3493 v. Duran WESEREMI Westringia eremicola A. Cunn. Ex FPI 1708 cult. H. Rimpler Benth.

Abkürzungen der Herbarien

B Botanisches Museum Königin-Luise-Str. 6-8 14195 Berlin

FPI Herbarium des Instituts für Pharmazeutische Biologie Stefan-Meier-Str. 19 79104 Freiburg

M Botanische Staatssammlung Menzinger Str. 67 80638 München

W Naturhistorisches Museum Botanischer Garten A-1030 Wien

257 ______8. Abbildungs-, Tabellen- und Abkürzungsverzeich- nis

8.1. Abbildungsverzeichnis

Abb. 2.1.: Vereinfachter strict consensus tree nach Cantino (1992). Abb. 2.2.: Gegenüberstellung der verschiedenen Gliederungsvorschläge. Abb. 2.3.: Vereinfachter strict consensus tree nach Wagstaff et al. (1995). Abb. 2.4.: Vereinfachter single most parsimonious tree nach Wagstaff et al. (1998). Abb. 2.5.: Vereinfachter strict consensus tree nach Olmstead et al. (1998). Abb. 2.6.: Prostanthera nivea. Abb. 2.7.: Prostanthera nivea. Abb. 2.8.: Glechoma hederacea, Mentheae. Abb. 2.9.: Ocimum basilicum, Ocimeae. Abb. 2.10.: Micromeria thymifolia, Mentheae. Abb. 2.11.: Nepeta nuda, Mentheae. Abb. 2.12. Lavandula angustifolia, Lavandulae. Abb. 2.13. Ocimum basilicum, Ocimeae. Abb. 2.14.: Teucrium fruticans. Abb. 2.15.: Rotheca incisa. Abb. 2.16.: Spartothamnella teucriiflora, Blüten. Abb. 2.17.: Spartothamnella teucriiflora, Frucht. Abb. 2.18.: Rotheca myricoides var. ugandene. Abb. 2.19.: Clerodendrum thomsonae, Frucht. Abb. 2.20: Clerodendrum thomsonae, aus Rueda (1993). Abb. 2.21.: Faradaya splendida, aus de Kok (2000). Abb. 2.22.: Leonurus cardiaca. Abb. 2.23.: Phlomis lychnitis. Abb. 2.24.: Prasium majus. Abb. 2.25.: Pogostemon plectranthoides. Abb. 2.26.: Pogostemon patchouli. Abb. 2.27.: Anisomeles indica. Abb. 2.28.: Scutellaria galericulat.a Abb. 2.29.: Tinnea aethiopica, Blütenstand aus Vollesen (1975). Abb. 2.30.: Tinnea aethiopica, Blüten. Abb. 2.31.: Tinnea aethiopica, Merikarpium. Abb. 2.32.: Tinnea vesiculosa, Blütenstand. Abb. 2.33.: Tinnea vesiculosa, Fruchtstand. Abb. 2.34.: Gmelina asiatica, Blüte. Abb. 2.35.: Premna serratifolia, aus Sheng-you & Yuen-po (1991). Abb. 2.36.: Sphenodesme pentandra, aus Henderson (1974). 258 ______

Abb. 2.37.: Tautomere Formen von Iridodial und 8-epi-Iridodial. Stabilisierung der Enolhalbacetalform durch Glykosidierung bzw Veresterung. Abb. 2.38.: Grundstruktur der Iridoidglucoside mit Bezifferung der Positionen. Abb. 2.39.: Iridoide als vielgestaltige Naturstoffklasse. Einige Beispiele. Abb. 2.40.: IPDP und DMADP: Grundbausteine für Iridoide. Abb. 2.41.: Acetat-Mevalonat-Weg und DOXP-Weg. Abb. 2.42.: Bildung von Iridoidal bzw. seines Epimers 8-epi-Iridodial. Abb. 2.43.: Schrittweise Oxidation von C-11 und Glucosidierung. Abb. 2.44.: Biosynthese der von 8-epi-Desoxyloganinsäure abgeleiteten Iridoide. Abb. 2.45.: Vereinfachter strict consensus tree nach Olmstead et al. (2000). Abb. 2.46.: Übersicht über die Einteilung der Iridoide entspechend der Biosynthese. Abb. 3.1.: Allgemeines Isolierungsschema der Iridoidglykoside. Abb. 3.2.: Isolierungsschema für Gmelina asiatica. Abb. 3.3.: Inhaltsstoffe von Gmelina asiatica. Abb. 3.4.: Aus den 1H- und 13C-NMR-Spektren ableitbare Struktureinheiten. Abb. 3.5.: Kopplungen über zwei Bindungen in der Acetylgruppe. Abb. 3.6.: Kopplungen über drei Bindungen in der Benzoylgruppe. Abb. 3.7.: HMBC-Kopplungen zwischen Rhamnose und Catalpol in den Verbindungen 1 bis 3. Abb. 3.8.: Versuchsanordnung zur Isolierung von instabilen Verbindungen über MPLC. Abb. 3.9.: Kopplungen von H-3’’ und H-4’’ in Noesy- und TOCSY-Experimenten. Abb. 3.10.: Isolierungsschema von Tinnea aethiopica. Abb. 3.11.: Inhaltsstoffe von Tinnea aethiopica. Abb. 3.12.: Isolierungsschema von Tinnea vesiculosa. Abb. 3.13.: Inhaltsstoffe von Tinnea vesiculosa. Abb. 3.14.: Isolierungsschema von Scutellaria galericulata. Abb. 3.15.: Inhaltsstoffe von Scutellaria galericulata. Abb. 3.16.: Isolierungsschema von Congea tomentosa. Abb. 3.17.: Inhaltsstoffe von Congea tomentosa. Abb. 3.18.: wenig verwachsener Kelch, hoch verwachsener Kelch, trunkater Kelch. Abb. 3.19.: Radiärer Kelch, oberer Kelchzipfel ist mit einem Punkt markiert. Abb. 3.20.: Verschiedene Symmetrietypen bei Kelchen. Abb. 3.21.: Kelchformen bei Lamiaceae. Abb. 3.22.: Verschiedene Zipfelformen bei Kelchen. Abb. 3.23.: Zahl der Kelchnerven. Abb. 3.24.: Kelch mit Sklerenchymfasern im Mesophyll. Abb. 3.25.: Kelche von Lamiaceae. Einige Beispiele. Abb. 3.26.: Radiäre Krone. Abb. 3.27.: Verschiedene Symmetrietypen bei Kronen, schematisch. Abb. 3.28.: Verschiedene Symmetrietypen bei Kronen, Beispiele. Abb. 3.29.: Gestalt und Lage der Kronzipfel. Abb. 3.30.: Behaarung im Innern der Kronen . Abb. 3.31.: Allgemeiner Aufbau von Lamiaceen-Fruchtknoten. Abb. 3.32.: Fruchtknoten mit (a) echter Scheidewand (Merkmal 70R); (b) Plazentarwand (Merkmal 71N) und (c) falscher Scheidewand (Merkmal 72R). (d) Lobierter Fruchtknoten. 259 ______

Abb. 3.33.: Eingerollte Bereiche der Fruchtblätter verwachsen mit den Fruchtblattmitten unter Ausbildung einer Griffelhöhle. Abb. 3.34.: Samenanlagen: (a) anatrop (Merkmal 76N), (b) Übergangsform; (c) hängend. Abb. 3.35.: Plazentation der Samenanlagen: (a) marginal; (b) laminal (Merkmal 69). Abb. 3.36.: Fotos einiger Vertreter: a: Lamium purpureum, b: Leonurus cardiaca, c: Melittis melissophyllum. Abb. 3.37.: Aufbau der Fruchtknoten von Lamioideae, Pogostemonoideae und Scutellaria, schematisch. Abb. 3.38.: Aufbau des Fruchtknotens von Lamium purpureum. Abb. 3.39.: Aufbau der Fruchtknoten von Nepetoideae,schematisch. Abb. 3.40.: Aufbau des Fruchtknotens von Calamintha nepeta. Abb. 3.41.: Aufbau des Fruchtknotens von Lavandula angustifolia. Abb. 3.42.: Fotos einiger Vertreter: a: Hyssopus officinalis , b: Ocimum basilicum. Abb. 3.43.: Fruchtknoten mit leitendem Gewebe an zwei Zonen (Merkmal 75 N). Abb. 3.44.: Faradaya splendida. (a) Fruchtknoten, (b) Frucht (aus de Kok & Mabberley, 1999). Abb. 3.45.: Merikarpien von (a) Molucella laevis, (b) Leonurus cardiaca, (c) Acinos alpinus, (d) Calamintha clinopodium, (e) Perowskia abrotanoides, (f) Nepeta nuda, (g) Micromeria croatica und (h) Satureia montana. Abb. 3.46.: Clerodendrum thomsonae, Frucht. Abb. 3.47.: Clerodendrum thomsonae, Querschnitt durch die Fruchtaußenwand. Abb. 3.48.: Endokarpzellen. Abb. 3.49.: Einreihiges Sklerenchym bei (a) Lamioideae und (b) Nepetoideae. Abb. 3.50.: Mehrreihiges, netzförmiges Sklerenchym bei Rotheca incisa. Abb. 3.51.: Zellen mit leistenförmiger Wandverdickung im Mesokarp. Abb. 3.52.: Tinnea zambesiaca, Querschnitt durch die Fruchtwand. Abb. 3.53.: Parenchymschicht des Mesokarps bei Nepetoideae. Abb. 3.54.: Scutellaria altissima, Querschnitt durch die Fruchtwand. Abb. 3.55.: Verschieden ausgebildetes Exokarp. Abb. 3.56.: Merkmale zum Blütenstand. Abb. 3.57.: Merkmal 46, Merkmal 47, Merkmal 48. Abb. 3.58.: Merkmale 51 bis 54. Abb. 3.59.: Weitere Staubblattmerkmale. Abb. 3.60.: Artum- und -neubildung. Abb. 3.61.: paraphyletische, monophyletische und polyphyletische Gruppe. Abb. 3.62.: Parallelismus und Merkmalsrückbildung. Abb. 3.63.: Auswertung einer Datenmatrix mit zwei Merkmalen. Abb. 3.64.: Auswertung einer Datenmatrix mit vier Merkmalen. Abb. 3.65.: Monophyletische Gruppe aus Ajugoideae, Viticoideae 1, Scutellarioideae, Lamioideae und Pogostemonoideae in Wagstaff et al. (1998), links, und Olmstead et al. (1997), rechts. Abb. 3.66.: Verwandtschaftsbeziehungen im Bereich der Außengruppen: links: Wagstaff et al. (1998); rechts: Olmstead et al. (1997). Abb. 3.67.: Analyse 1: majority consensus tree von 216 gleich sparsamen Kladogrammen . Abb. 3:68.: Analyse 1: Eines der sparsamsten Kladogramme. Abb. 3.69.: Analyse 1: Ausschnitt aus einem der sparsamsten Kladogramme: Nepetoideae und Anschluß der Innengruppe. 260 ______

Abb. 3.70.: Analyse 1: Ausschnitt aus einem der sparsamsten Kladogramme: Gruppe I: Ajugoideae. Abb. 3.71.: Analyse 1: Ausschnitt aus einem der sparsamsten Kladogramme: Gruppen II, III und IV. Abb. 3.72.: Analyse 2: majority consensus tree von 2028 gleich sparsamen Kladogrammen Abb. 3.73.: Analyse 2: Eines der sparsamsten Kladogramme. Abb. 3.74.: Analyse 2: Ausschnitt aus einem der sparsamsten Kladogramme: Chloanthoideae, Pogostemonoideae (I-a), Lamioideae (I-b), Viticoideae 1 (II-a) und Scutellarioideae (II-b). Abb. 3.75.: Analyse 2: Ausschnitt aus einem der sparsamsten Kladogramme: Gruppe III: Ajugoideae. Abb. 3.76.: Analyse 2: Ein weiteres Kladogramm mit 425 Schritten. Abb. 3.77.: Analyse 2: Ausschnitt aus dem zweiten sparsamsten Kladogramm: Chloanthoideae und Anschluß der Innengruppe. Abb. 3.78. Analyse 2: Ausschnitt aus dem zweiten sparsamsten Kladogramm: Gruppe III: Ajugoideae. Abb. 3.79.: Analyse 2: Ausschnitt aus dem zweiten sparsamsten Kladogramm: Gruppe I: Pogostemonoideae (I-a) und Lamioideae (I-b); Gruppe II: Viticoideae 1 (II-a) und Scutellarioideae (II-b). Abb. 4.1.: Majority consensus tree der Analyse 2 und sparsamstes Kladogramm von Wagstaff et al. (1998). Abb. 4.2.: Kelche von Vertretern der Scutellarioideae und Viticoideae 1. Abb. 4.3.: Catalpolderivate aus den Scutellarioideae und den Viticoideae 1. Abb. 4.4.: Ausschnitt aus dem majority consensus tree der Analyse 2 (Gruppe III) und aus dem strict consensus tree von Cantino (1992). 1 Abb. 7.1.: H-NMR-Spektrum der Fraktion II.8.4.3.2. (Verbindung A) in ACN-d3. Abb. 7.2.: Gedehnte Signale des 1H-NMR-Spektrums der Fraktion II.8.4.3.2. (Verbindung A) in ACN-d3. 1 Abb. 7.3.: H-NMR-Spektrum der Fraktion II.8.4.5.3. (Verbindung B) in ACN-d3. Abb. 7.4.: Gedehnte Signale des 1H-NMR-Spektrums der Fraktion II.8.4.3.6. (Verbindung B) in ACN-d3. Abb. 7.5.: 1H-NMR-Spektrum der Fraktion II.8.4.3.6. (Verbindung C, daneben Verbindung A und in Spuren Verbindung B) in ACN-d3. Abb. 7.6.: Gedehnte Signale des 1H-NMR-Spektrums der Fraktion II.8.4.5.3. (Verbindung C, daneben Verbindung A und in Spuren Verbindung B) in ACN-d3. Abb. 7.7.: TOCSY-Spektrum der Fraktion II.8.4.3.6. (Verbindung C, daneben Verbindung A und in Spuren Verbindung B) in ACN-d3. Abb. 7.8.: HMBC-Spektrum der Fraktion II.8.4.3.6. (Verbindung C, daneben Verbindung A und in Spuren Verbindung B) in ACN-d3. Abb. 7.9.: HMBC-Spektrum der Fraktion II.8.4.4.9. (zu gleichen Teilen Verbindung A, Verbindung B und Verbindung C) in ACN-d3. Abb. 7.10.: 1H-1H-COSY-Spektrum der Fraktion II.8.4.4.9. (zu gleichen Teilen Verbindung A, Verbindung B und Verbindung C) in ACN-d3. 1 Abb. 7.11.: H-NMR-Spektrum der Fraktion II.8.4.8.8.4. (Verbindung E) in Aceton-d6. Abb. 7.12.: Gedehnte Signale des 1H-NMR-Spektrums der Fraktion II.8.4.8.8.4. (Verbindung E) in Aceton-d6. Abb. 7.13.: HMBC-Spektrum der Fraktion II.8.4.8.8.4. (Verbindung E) in Aceton-d6. 1 1 Abb. 7.14.: H- H-COSY-Spektrum der Fraktion II.8.4.8.8.4. (Verbindung E) in Aceton-d6. Abb. 7.15.: Leonurus cardiaca. 261 ______

Abb. 7.16.: Molucella laevis. Abb. 7.17.: Lamium maculatum. Abb. 7.18.: Physostegia virginiana. Abb. 7.19.: Melittis melissophyllum. Abb. 7.20.: Sideritis leucantha Abb. 7.21.: Pogostemon plectranthoides Abb. 7.22.: Scutellaria lateriflora. Abb. 7.23.: Tinnea vesiculosa. Abb. 7.24.: Holmskioldia sanguinea. Abb. 7.25.: Gmelina phillipensis. Abb. 7.26.: Premna alstonii. Abb. 7.27.: Ajuga reptans. Abb. 7.28.: Caryopteris incana. Abb. 7.29.: Teucrium chamaedrys. Abb. 7.30.: Chloanthes parvifolia. Abb. 7.31.: Prostanthera ovalifolia. Abb. 7.32.: Ocimum basilicum. Abb. 7.33.: Plectranthus kameba.. Abb. 7.34.: Hyptis pectinata. Abb. 7.35.: Orthosiphon aristatus. Abb. 7.36.: Perovskia abrotanoides. Abb. 7.37.: Prunella grandi.s Abb. 7.38.: Micromeria thymifolia. Abb. 7.39.: Satureia montana. Abb. 7.40.: Nepeta nuda. Abb. 7.41.: Analyse 1: majority consensus tree mit Bootstrap-Werten. Abb. 7.42.: Analyse 1: majority consensus tree mit Jackknife-Werten. Abb. 7.43.: Analyse 2: majority consensus tree mit Bootstrap-Werten. Abb. 7.44.: Analyse 2: majority consensus tree mit Jacknife-Werten. Abb. 7.45.: Iridoidstrukturen A-Z. Abb. 7.46.: Strukturen der Estergruppen an Iridoiden.

262 ______8.2. Tabellenverzeichnis

Tab. 2.1.: Unterschiede zwischen Nepetoideae und Lamioideae, aus Cantino und Sanders, 1986. Tab. 3.1.: 1H-NMR-Signale von Teilstrukturen der Verbindungen 1, 2 und 3 im Vergleich mit Literaturdaten. Tab. 3.2.: 1H-NMR-Daten der Rhamnopyranosylgruppe der Verbindungen 1-3 im Vergleich mit Litaraturdaten. Tab. 3.3.: 1H- und 13C-Daten der Verbindungen A-C. Tab. 3.4.: 1H- und 13C-NMR-Daten der Verbindung E. Tab. 3.5.: 1H- und 13C-NMR-Daten der Verbindung D im Vergleich mit Literaturdaten. Tab. 3.6.: 1H- und 13C-NMR-Daten von Speciosid im Vergleich mit Literaturdaten. Tab. 3.7.: 1H- und 13C-NMR-Daten von Mussaenosidsäure im Vergleich mit Literaturdaten. Tab. 3.8.: 1H-NMR-Daten von Pinosylvin-3-O-b-D-glucopyranosid im Vergleich zu Literaturdaten. Tab. 3.9.: 1H- und 13C-NMR-Daten von Verminosid im Vergleich mit Literaturdaten. Tab. 3.10.: 1H-NMR-Daten von 6-Desoxyharpagid im Vergleich mit den Literaturdaten. Tab. 3.11.: 1H-NMR-Daten von Salidrosid im Vergleich zu Literaturdaten. Tab. 3.12.: 1H-NMR-Daten von Martynosid im Vergleich mit Literaturdaten. Tab. 3.13.: 1H- und 13C-NMR-Daten von Eurostosid im Vergleich mit Literaturdaten. Tab. 3.14.: 1H- und 13C-NMR-Daten von (-)-Epicatechin im Vergleich mit Literaturdaten. Tab. 3.15.: 1H- und 13C-NMR-Daten von 3-Methoxy-4-hydroxyphenol-1-O-b-D- glucopyranosid im Vergleich mit Literaturdaten. Tab. 3.16.: Übersicht über die im Datensatz enthaltenen Arten und den darin gefundenen Iridoiden. Tab. 6.1.: Tinnea zambesiaca: VLC über RP-18. Tab. 6.2.: Tinnea zambesiaca: VLC über MCI-Gel. Tab. 6.3.: Tinnea zambesiaca: SC über Sephadex LH-20.

263 ______8.3. Abkürzungsverzeichnis

Abb. Abbildung ACN Acetonitril ACN-d3 deuteriertes Acetonitril br s breites Singulett BuOH Buthanol bzw. beziehungsweise CD3OD Deuteromethanol CH2Cl2 Dichlormethan CHCl3 Chloroform CH3COCH3 Aceton CH3OH Methanol COSY Correlation Spectroscopy cult. kultiviert, aus Kultur / Anbau d Dublett DC Dünnschichtchromatographie det. determinavit (bestimmt von) D2O Deuteriumoxid dd Doppeldublett; Dublett vom Dublett DMADP Dimethylallyldiphosphat DMW Dichlormethan-Methanol-Waswer DOXP 1-Desoxy-D-xylose-5-phosphat ESI Electrospray Ionization et al. et alii (und andere) EtOH Ethanol Fa. Firma ff. und folgende GC Gaschromatographie H2O Wasser HMBC Hetero Nuclear Multiple Bond Coherence (Correlation) HMQC Hetero Nuclear Multiple Quantum Coherence (Correlation) HPLC High Performance Liquid Chromatography H2SO4 Schwefelsäure ID Innendurchmesser IPDP Isopentenyldiphosphat ISBN International Code of Botanical Nomenclature iso-PrOH Isopropanol konz. konzentriert leg. legis (gesammelt von) m Multiplett m- meta- MeOH Methanol MLCCC Multilayer-Counter-Current-Chromatography MS Massenspektroskopie N2 Stickstoff 264 ______

NEM Normal Elution Mode NMR Kernresonanz Noesy 1H-1H-NOE-Differenzspektrum (NOE=Nuclear Overhauser Effect) o- ortho- p- para- präp. präparativ q Quartett qui Quintett rel. Int. Relative Intensität REM Reversed Elution Mode RP Reversed Phase Rt Retentionszeit s Singulett SC offene Säulenchromatographie SiO 2 Kieselgel s. l. sensu latu (im weiteren Sinn) s. str. sensu stricto (im engeren Sinn) t Triplett T Teil / Teile, auf das Volumen bezogen Tab. Tabelle TMS Trimethylsilan TOCSY Total Correlation Spectroscopy u. a. und andere usw. und so weiter VLC Vacuum Liquid Chromatography z. B. zum Beispiel z. T. zum Teil

265 ______9. Literaturverzeichnis

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Name: Ulrike Linder, geb. Golz Geburtstag: 24.12.1972 Geburtsort: Rathenow Eltern: Siegfried Golz Irmtraut Bailleul, geb. Bolle

1979-1989 Besuch der Bruno-H.-Bürgel-Schule in Rathenow

1989-1991 Besuch der EOS Karl Marx in Rathenow

06.1991 Abitur

1991-1996 Pharmaziestudium an der Albert-Ludwigs-Universität Freiburg

09.1993 Erstes Pharmazeutisches Staatsexamen

03.1996 Zweites Pharmazeutisches Staatsexamen

05.1996-04.1997 Praktisches Jahr am Institut für Pharmazeutische Biologie der Universität Freiburg und in der Sundgau-Apotheke Freiburg

06.1997 Drittes Pharmazeutisches Staatsexamen

08.1997 Approbation als Apotheker

08.1997 Tätigkeit als Wissenschaftliche Angestellte am Institut für Pharmazeutische Biologie der Universität Freiburg und Beginn der vorliegenden Arbeit