IX EPRODUCCION DE PURPURATUS

Argopecten purpuratus “Concha de abanico” , es un bivalvo pectinido que habita en el Pacifico suroriental a lo largo de la costa del Perú y Chile, su distribucion abarca desde Paita Perú (5ºS) hasta Valparaiso, Chile (33ºS). – esta especie vive , en las aguas costera entre los 5 a 30 m de profundidad, (Cantillanez, 2000) su clasificacion taxonomica es la uiente:

Phylum : Molusca Clase : Bivalva Sub-clase : Lamenlinobranchia Orden : Filibranchia Super familia : Pectinacea Familia : Pectinadae Genero : Chlamys Especie : . 1HABITAT:

En el Perú existen numerosos bancos naturales de esta especie, tales como los de Bahía de Sechura y lobos de Tierra en Piura , Bahía de los Chimús y el Dorado en Chimbote , Bahía de Guaynuna en Casma y Bahía de Independencia y Paracas en Pisco. Se encuentran en aguas costeras entre 3 a 30 m, con fondos variables; fondo blando , arena endurecida, de conchuela con algas y cascajo, las Conchas de abanico vive normalmente en bahías protegidas del oleaje a temperatura entre 14 a 20ºC. esta especie requiere de agua bien oxigenada y con una salinidad de 34.4 a 34.9 por mil incluyendo este parámetro en el desarrollo, alimentación y reproducción. Esta especie tiene dos valvas en forma orbicular , siendo una de ellas mas convexa que la otra ,las valvas presentan expansiones laterales denominadas orejas que poseen además de 23 a 25 estrías y presentan anillos de crecimiento representado por líneas concéntricas.

Esta especie es Hermafrodita, es decir posee los dos sexos masculino y femenino en una misma especie , pero funcionalmente son insuficientes ,siendo la producción de gametos (óvulos y espermatozoides ) en forma alternada, su ciclo reproductivo es continuo. La gónada que contiene ambos sexos es llamada coral , la cual tiene una coloración anaranjada (parte femenina) y blanco (parte masculina). (Foto. Nº 1 y 2 )

Foto Nº 1 Argope cte n purpuratus Foto Nº 2 Argope cte n purpuratus

Fuente: fondepez, 2005

Actualmente se vienen desarrollando actividades de cultivo de Argopecten purpuratus en las bahías de Guaynuna, los Chimús y el Dorado, estas actividades de crianza de moluscos demandan la colección de semillas y su confinamiento para su posterior engorde. Sin embargo, continua extracción de semillas desde los bancos naturales, pueden en determinado momento hacer colapsar al recurso, sobre todo en épocas frías, donde la reproducción de Argopecten p. se atenúa. Por tal motivo se hace necesario estudios de reproducción y desarrollo de este molusco en condiciones de laboratorio.

El éxito en la industria de la acuicultura depende en gran medida de la disponibilidad de juveniles de alta calidad que puedan crecer rápidamente hasta un tamaño comercial. Existen muchos factores, tanto endógenos como exógenos, que afectan tanto el desempeño de las larvas como el de los juveniles tempranos y tardíos. Son tres etapas principales en las cuales puede manifestarse el efecto de esos factores:

• Desarrollo de las gónadas y gametos • Desove y fecundación • Desarrollo y crecimiento de la progenie Considerando que los factores endógenos son más difíciles de manejar experimentalmente, los esfuerzos destinados a controlar la producción de semillas se han dirigido a los de naturaleza exógena, principalmente a aquellos que se refieren a la dieta y temperatura.

9.2 FACTORES EXÓGENOS QUE AFECTAN EL CICLO REPRODUCTIVO

Entre los factores exógenos más significativos se pueden nombrar: la temperatura, el alimento, fotoperiodo, salinidad, etc.

Efecto del alimento

Numerosos estudios han sido enfocados a analizar el efecto de las dietas y sus diferentes componentes nutricionales tanto sobre la maduración gonadal como sobre el desarrollo larval en los bivalvos. Aunque estos aspectos serán revisados en otra presentación podemos señalar que nuestro grupo ha realizado estudios para mejorar el acondicionamiento de reproductores de Argopecten purpuratus en los cuales hemos demostrado que una dieta mixta de microalgas y enriquecida en lípidos insaturados permite mejorar los resultados en la maduración y porcentajes de desove (Martinez etal., 2000a).

Efecto de la temperatura

La temperatura del agua es el factor ambiental que se cita más frecuentemente afectando la reproducción de los bivalvos. El patrón de ciclo reproductivo y los cambios que lo acompañan son afectados por la temperatura dependiendo de la historia térmica de las especies y de su distribución regional. Sastry (1979), ha establecido que el crecimiento gonadal y la gametogénesis en varias especies de bivalvos, se correlacionan positivamente con cambios estacionales de la temperatura, en algunos casos con la declinación de la temperatura en el otoño o con su incremento en primavera y verano. Se ha discutido por mucho tiempo, la validez del concepto «día-grado» (Dº) (Grubert y Ritar, 2005) utilizado para predecir la duración del período de acondicionamiento reproductivo. Sin embargo, el número de días-grados, por sí solo, no es un buen predictor del tiempo requerido para alcanzar una condición apta para desovar pues es dependiente de la condición fisiológica inicial de s reproductores (Lannan et al., 1980), de la disponibilidad y calidad del alimento durante el acondicionamiento y de otros factores ambientales (Sastry, 1979). Existen estudios que muestran que aumentos en la temperatura del agua no dan por resultado necesariamente una mejoría en el desempeño reproductivo de los bivalvos. En Os trea chilensis , temperaturas bajas mostraron ser importantes en estimular tanto la ovogénesis temprana como la espermatogénesis (Jeffs et al., 2002). Sin embargo, Chavez-Villalba et al. (2002) examinando el efecto de esta variable sobre el acondicionamiento reproductivo de Cras s os trea gigas ; detectaron que efectivamente se acelera el crecimiento de los ovocitos entre 16 y 22 ºC pero, a 25 ºC decrece significativamente. En los estudios en ostión A. purpuratus , citados anteriormente (Martínez et al., 2000a), además de probar dietas, se ensayaron dos temperaturas para el acondicionamiento de reproduc y se encontraron mejores resultados, tanto en porcentaje de maduración como en respuesta a estímulos desovantes, en aquellos individuos mantenidos a 16 ºC que en aquellos a 20 ºC. Con el fin de profundizar acerca de este efecto positivo, observado a temperatura más baja, se realizó otro estudio en el que se evaluó la influencia de cambios en la temperatura, aplicados durante el proceso de acondicionamiento reproductivo, sobre el desarrollo gonadal y calidad de la progenie en este bivalvo (Martínez y Pérez, 2003). Los individuos fueron acondicionados bajo diferentes regímenes de temperatura: 15 ºC constante (15 ºC), 19 ºC constante (19 ºC), a 15 ºC en una primera etapa y luego 19 ºC (15 [19 ºC) y finalmente a 19 ºC en la pri etapa y luego 15 ºC (19 [15 ºC). Los resultados obtenidos mostraron que los reproductores de Argopecten purpuratus , mantenidos a la menor temperatura, durante todo el proceso de acondicionamiento, presentaron el mayor porcentaje de desove, liberaron más gametos y de mayor tamaño, de todos los mientos experimentales.

9.3 FACTORES ENDÓGENOS QUE AFECTAN LA GAMETOGENESIS En última instancia, son factores endógenos los que determinan la respuesta a las variables ambientales en las distintas etapas del ciclo reproductivo en los bivalvos. Estos ciclos son el resultado de interacciones complejas entre factores endógenos y exógenos y para asegurar un buen desempeño reproductivo no sólo se requiere tener conocimiento acerca de las múltiples variables ambientales en juego sino también en cómo afectan o se ven afectadas por factores propios de los individuos. Entre dichos factores endógenos debemos considerar aquellos inherentes a la biología de la especie, como serían su estrategia reproductiva, su genética misma y los relacionados con la regulación de sus funciones. Luego de alcanzar cierto estado fisiológico, en un organismo expuesto a las condiciones ambientales adecuadas, se inicia el crecimiento de la gónada y la gametogénesis. Aunque se conoce bastante menos respecto a los factores endógenos que regulan el proceso reproductivo, no podemos ignorar que los seres vivos son sistemas estructurales, funciona les y autorregulados que poseen mecanismos de adaptación frente a señales que reciben del medio externo o interno. Esas señales eden traducirse en otros (primeros mensajeros) que lleguen hasta el tejido cuya función será regulada . Este primer mensajero puede tratarse de hormonas o neurotransmisores. En las respuestas a esos mensajes se manifiestan tres elementos básicos: el receptor, un elemento transductor y el elemento efector o amplificador que originará la respuesta intracelular. El receptor, componente macromolecular ubicado en la membrana plasmática de la célula blanco, es un elemento bifuncional que actúa discriminando entre determinadas seña les o mensajes.

Al producirse la interacción con el receptor, éste sufre un cambio conformacional que inicia la respuesta celular posibilitando su unión al elemento transductor. Este último es ahora capaz de transducir la información a un sistema enzimático que genera un segundo mensajero intracelu lar, el cual puede regular la actividad de las proteínas (enzimas u otras) y afectar así funciones celulares específicas. Los segundos mensajeros más conocidos son los nucleótidos cíclicos (Adenosín monofosfato cíclico [cAMP] y Guanosín monofosfato cíclico [cGMP]), el ion calcio, las prostaglandinas, e inositol trifosfato y el diacilglicerol. En nuestro interés de conocer el control del ciclo reproductivo en los moluscos bivalvos, hemos tomado este esquema como base. Dado que no existen órganos endocrinos diferenciados en moluscos marinos se ha partido de la base que el sistema nervioso participa en la regulación central de la función reproductiva. Se sabe que el tejido nervioso mantiene el control y la regulación a través de compuestos biológicamente activos. Estas moléculas, de diferentes estructuras químicas, además de cumplir su función en la trasmisión de impulsos nerviosos estarían regulando funciones de otra naturaleza, una de las cuales sería la reproducción. Así, hemos estudiado los distintos niveles de las aminas dopamina, noradrenalina y serotonina en distintos momentos del ciclo reproductivo de A. purpuratus , especie que siempre hemos usado como modelo para estudiar el control endógeno de la reproducción en moluscos bivalvos. También hemos estudiado los segundos mensajeros descritos en el esquema de la Figura 1, entre ellos el AMP cíclico (cAMP), las prostaglandinas (PGs), el inos trifosfato (IP3). De estos estudios podemos decir que los niveles de estos compuestos cambian durante dicho ciclo confirmando nuestra hipótesis que uno de los mecanismos de control posibles es a través de la regular la movilización de sustratos que aportan energía para el desarrollo de los gametos. Estos resultados han sido publicados y están resumidos en Román et al. (2001).

9.4 DESARROLLO GONADAL

En la mayoría de los bivalvos, la madurez sexual depende del tamaño del más que de su edad, y el tamaño que alcanzan en la madurez sexual varía de una especie a otra y según la distribución geográfica. La producción de óvulos y esperma es un proceso denominado gametogénesis, cuyo inicio depende de varios factores, como el tamaño del bivalvo, la temperatura y la cantidad y calidad de alimento que recibe. La gónada está compuesta por conductos ciliados ramificados desde donde se abren numerosos sacos o folículos. La proliferación de las células germinales recubren la pared del folículo da lugar a los gametos. Aunque el desarrollo la gónada es un proceso continuo, se pueden distinguir varias fases de ptivas; descanso, desarrollo, madurez, desove parcial y desove completo. Cuando las gónadas o el tejido gonadal han alcanzado la plena madurez, son les de ver y ocupan gran parte del cuerpo blando del animal. Los gonaductos que transportan los gametos hasta la cavidad corporal se desarrollan, aumentan de tamaño y se pueden observar a simple vista en la gónada.

Se han empleado varios métodos en los bivalvos para determinar el momento en que alcanzan la madurez y están listos para desovar. El método más preciso consiste en cortar secciones histológicas de la gónada (Foto Nº 3 ), pero es costoso, lleva mucho tiempo y requiere el sacrificio del animal. La técnica alternativa, utilizada con más frecuencia, es de tomar un frotis de la gónada o extraer pequeñas muestras de las gónadas de varios individuos y observarlas bajo el microscopio. En la vieira, a veces se utiliza el índice gonadal (peso de la gónada dividido por el peso de las partes blandas, multiplicado por 100). Generalmente en los criaderos se sigue una rutina estricta para preparar a los adultos para el desove y la mayoría de los técnicos de criadero aprenden enseguida a reconocer cuándo ha alcanzado el animal la madurez y está listo para el desove con un examen macroscópico de la gónada.

A veces se utiliza el término «virgen» para referirse a aquellos bivalvos que han alcanzado el tamaño de madurez sexual y desovan por primera vez. Aunque estos animales alcanzan la madurez sexual, el número de gametos producidos es limitado y a veces no todos son viables. Durante las puestas posteriores el número de gametos producidos aumentará considerablemente.

El período de desove en poblaciones naturales varía según la especie y situación geográfica. Existen varios factores ambientales que pueden inducir el desove, de los cuales cabe mencionar la temperatura, los estímulos químicos y físicos, las corrientes de agua o una combinación de éstos y otros factores. La presencia de esperma en el agua a menudo estimula el desove de animales de la misma especie. En ambientes tropicales, algunas especies de bivalvos mantienen sus gametos maduros durante todo el año y desovan cantidades limitadas durante los doce meses. En las zonas templadas, la puesta suele estar limitada a un período concreto del año. Muchos b vos desovan en masa, y el período de puesta es muy corto, durante el que expulsan casi todo el contenido de la gónada. Otras especies de bivalvos durante más tiempo, incluso durante varias semanas, y se les conoce como «desovadores parciales», ya que van liberando unos cuantos gametos un período más largo, con uno o dos valores máximos durante ese tiempo. En otras especies puede haber más de un desove bien diferenciado al año, mientras que en las especies hermafroditas, el esperma se expulsa antes o después de los óvulos, minimizando así la posibilidad de autofecundación.

Foto N 3 Desarrollo gonadal (ovocitario) en Argopecten purpuratus A En crecimiento B Maduros

Fuente:

9.5 ESTADIOS DE MADUREZ SEXUAL Los estadios de madurez sexual, La evolución reproductiva se estudia a partir de reparaciones microscópicas de la gónada, determina estadios principales: a)-gonada en reposo o vacia b)-gónada en desarrollo c)-gónada madura d)-gónada en periodo de puesta a)Gónada en reposo o inactiva.- son animales vírgenes o animales que han completado el desove. b)Gónada en desarrollo: Estado 1 comienza la gametogénesis, no son visibles los gametos maduros. Estado 2 aparecen los primeros gametos maduros. El tamaño de la gónada es 1/3 del que tendrá cuando este totalmente madura. Estado 3 hay un incremento general de la masa de la gónada siendo aproximadamente la mitad de la masa que tendrá cuando este madura. Estado 4 La gónada tiene 2/3 o mas del que será su tamaño final , la gametogénesis continua pero los folículos contienen principalmente gametos maduros. c)Gónada madura. Estado 5 totalmente madura, puede haber en cantidades reducidas , los ovocitos, dentro de los folículos, estan apretados unos contra otros, teniendo conformación poligonal, Las gónadas masculinas están istendidas, llenas de espermatozoides. d)Gónada en periodo de puesta:

9.6 SELECCIÓN DE REPRODUCTORES La selección de reproductores se orienta básicamente a la obtención de ejemplares adultos con características deseables y acondicionamiento para liberar gametos de buena calidad. Las características deseables es más difícil de explicar porque dependen de varios aspectos , generalmente son características que tienen relación con característica morfológicas como: apariencia externa general, forma, tamaño, color, peso. Estas características tratan se satisfacer al consumidor , pero hay otras tanto o mas importantes y buscan satisfacer al cultivador como: -Rápido crecimiento -alta tasa de conversión alimentaria -Resistencia a enfermedades -Tolerancia a cambios ambientales (ºT, salinidad, Oxigeno etc) -Capacidad reproductiva 9.7 ACONDICIONAMIENTO DE REPRODUCTORES

Para acondicionar a los reproductores se emplean práct mente los mismos métodos que para todos los bivalvos. En el ámbito local, los criaderos suelen contar con sus propios stocks de producción para el engorde en el mar. Estos stocks se guardan en las mejores condiciones posibles, con gran caudal de agua y a baja densidad, en equipos de engorde mantenid correcto estado. Muchas veces se trata de las crías de generaciones anteriores, procedentes del criadero y seleccionadas por sus características deseables, como por ejemplo, el índice de crecimiento, la forma de la concha o su coloración.

Fig. Nº 1 Acondicionamiento de Reproductores

Fuente:

Una vez se sacan los adultos del mar se les lleva al criadero y allí se les restriega y se lava la concha meticulosamente para retirar los organismos de la epifauna (incrustaciones) y sedimentos adheridos.

Foto Nº 4 Reproductores maduros Foto Nº 5 limpieza de reproductores

Fuente: Fondepez, 2005 Luego se colocan en tanques similares a los que se pueden ver en la Fig 1. Las almejas, así como las especies de vieiras (p. ej. Pecten ziczac) que en la naturaleza normalmente se encuentran semienterradas en el sustrato, se alimentan más eficazmente si se mantienen en un sustrato adecuado. En tanques del tipo ilustrado, las vieiras pueden enterrarse en bandejas de 10 cm de profundidad rellenas de arena gruesa o arena de concha triturada, a una profundidad suficiente del sustrato sobre un filtro ba arena (Ilustración ). Las bandejas están separadas del fondo del tanque de acond ionamiento cuando contienen bivalvos que no requieren sustrato, p. ej. ostras, mejillones y algunas especies de vieiras (Ilustraciones 2).

Foto N 6 Tanques de acondicionamiento de reproducotres de Argopecten p.

Fuente : reproduccion de moluscos,FAO 1989

Tanto la salinidad como la temperatura deberían ser la apropiadas para las especies que se estén acondicionando. Los bivalvos que se cultivan habitualmente siguen un desarrollo reproductor y los gametos maduran a salinidades superiores a 25 PSU (unidades prácticas de salinidad, equivalentes a partes por mil) y a temperaturas que oscilan entre los 16 y 24 °C. Sin embargo, cada especie tiene sus valores óptimos para estos parámetros. La almeja japonesa y el ostión japonés, por ejemplo, responden mejor a temperaturas de agua de entre 22 y 24 °C. El ostión japoné iciona en un rango más amplio de salinidades (15 a 34 PSU), mientras que la almeja japonesa prefiere salinidades superiores, de entre 25 34 PSU con un valor óptimo de alrededor de 30 PSU. La ostra virgínica, Cras s os trea virginica, se acondiciona a salinidades mucho más bajas. Como sería esperar en mar abierto, las especies de aguas más profundas requieren condiciones más frías y una salinidad cercana a la oceánica.

La velocidad del caudal de agua a través de los tanques de acondicionamiento debería superar los 25 ml por minuto por adulto. Además, en un tanque con capacidad para 120 ó 150 l no debería mantenerse más de 5 kg de peso vivo de biomasa de stock . Sería aconsejable no reciclar el agua ni reutilizarla en tanques tan pequeños cuando la densidad de carga es muy alta. Cuando se emplea como stock a los bivalvos de fuera de la zona más cercana, es conveniente desviar el agua que sale de los tanques a tanque de tratamiento para evitar transferir patógenos y parásitos a la zona circundante. Es conveniente tratar el efluente con >100 mg por l de cloro libre, un desinfectante o un esterilizante de igual eficacia (p. ej. ozono) durante un período mínimo de 24 horas (preferiblemente 48 horas) antes de devolverlo al mar.

Los criaderos suelen contar con una sala independiente para el acondicionamiento de reproductores o en su defecto los tanques de acondicionamiento se ubican en una zona tranquila de la instalación donde el stock no sea sometido a frecuentes perturbaciones. La mayoría de las especies cierran las valvas de sus conchas como respuesta a las sombras y a la vibración. Cuanto menos se les moleste más tiempo pasarán alimentándose.

Los criaderos pequeños y medianos suelen tener de entre 5 a 20 tanques de acondicionamiento para poder acomodar a las varias especies que se crían y para permitir la introducción regular del nuevo stock, mantener la rotación y garantizar un aporte continuo de larvas. Los criaderos grandes pueden tener muchos tanques pequeños o pocos pero de gran tamaño. Cuando se necesita una producción constante de semilla de una especie en cular a lo largo de un período prolongado del año, se trae nuevo stock para comenzar el proceso de acondicionamiento cada semana o cada quince días. De esta manera, los adultos están disponibles para desovar cada semana. 9.8 ALIMENTACIÓN DE LOS REPRODUCTORES

Durante el acondicionamiento suelen emplearse, las especies de algas marinas cultivadas como principal alimento. Otras fuentes alternativas son el fitoplancton natural que prolifera de forma extensiva en tanques o estanques en el exterior, o en forma de pastas que se encuentran disponibles en el mercado.

Las especies de algas útiles que pueden cultivarse intensivamente a gran escala son Tetras elmis (varias especies, incluyendo T. chuii, T. tetrahele y T. s uecica), Is ochrys is galbana (y el clon T-Iso), Pavlova lutherii, Chaetoceros m uelleri (antes denominada C. gracilis ), Thalass ios ira ps eudonana y T. weis floggii y S keletonem a cos tatum (esta lista no es de ninguna manera exhaustiva). Es preferible emplear una mezcla, proporcional, de estas especies que una dieta basada en una única especie. Hay que tener precaución de no alimentar con especies relativamente indigestas (p. ej. Chlorella sp.) o, con especies que se sabe carecen de los ácidos grasos más saturados (p. ej. Dunaliella tertiolecta).

Un ejemplo de las consecuencias de emplear una dieta deficiente es la baja producción de larvas de adultos de Os trea edulis cuando se mantienen en agua filtrada y sólo se les alimenta con Dunaliella tertiolecta . Se sabe que Dunaliella carece de los ácidos grasos muy insaturados C20 y C22, que se consideran esenciales desde el punto de vista nutritivo. En este se mantuvieron grupos de 60 adultos en tanques que recibían un flujo continuo de agua de mar sin filtrar o bien de agua de mar filtrada a un tamaño de partícula de 2 µm (el sistema de tanques experimental aparece en la fotografía inferior derecha de la Ilustración 5C). A tres de estos grupos se les dió una ración diaria del 3% basada en el peso seco inicial de la carne de las ostras, en forma de Dunaliella sola o en combinación con Tetraselmis s uecica o con T-Iso. Se mantuvieron grupos de control en el caso del agua filtrada circulante y del agua de mar sin filtrar sin adición de algas cultivadas. CÁLCULO DE RACIONES ALIMENTICIAS PARA EL ACONDICIONAMIENTO

La ración alimenticia necesaria para los reproductores se basa en el peso seco de la carne de los adultos, que normalmente oscila entre el 2% y el 4% del peso seco medio de carne de los adultos al comienzo del período de acondicionamiento en peso seco de algas suministradas día. Las raciones que sobrepasan el 6% no suponen un éxito en el acondicionamiento, sino que hacen que los bivalvos crezcan con vigor como respuesta a una ali entación más rica y a temperaturas elevadas de acondicionamiento, a expensas del desarrollo reproductor.

Se trata de un proceso simple en el que hay que determ el peso seco de la carne de los bivalvos de peso vivo conocido traídos al criadero para su acondicionamiento. Para calcular la ración es necesario obtener datos abriendo una muestra al azar de 10 ó 12 individuos, retirando los tejidos blandos del cuerpo y pesando la carne después de secarlos a un peso constante en un horno (de 60 a 80 ºC de 48 a 72 horas). La ecuación que a continuación se detalla sirve para determinar el peso seco por adulto las algas necesario para una ración diaria al 3%.

g de ración por día por adulto = 3 x peso seco medio de la carne (g)/100

Así, una ración al 3% para un adulto de un peso seco de la carne de 0,75 g asciende a 0,0225 g de peso seco de algas por día. La lta de los datos sobre peso seco para las diferentes especies de algas Cuadro 1 - Sección 3.1) muestra que 1 millón de células de Tetras elmis tienen un peso seco (orgánico) de aproximadamente 0,2 mg.

Suponiendo que el 50% de la ración diaria al 3% (= 1,5%) se vaya a dar a los reproductores en forma de Tetras elmis y que la biomasa total del peso seco de la carne del stock sea 50 g (convertido a mg en la ecu ón de abajo), entonces:

Ración (1,5%) por día (en millones de células) = [(1,5x (50x1 000))/100]/0,2 = 3 750 millones de células

Si, por ejemplo, la densidad de cosecha de Tetras elm is un día en particular es de 1,5 millones de células por ml, entonces el volumen requerido para dar al stock una ración de 1,5% será 3 750/1,5 = 2 500 ml, ó l. El cálculo de la ración restante es similar para las otras especies que forman parte de la dieta. Si en lugar de, o además de, Tetras elm is , se utiliza Chaetoceros m uelleri a una densidad de cosecha de 7 millones de células por ml, entonces el volumen necesario para una ración de 1,5% será 3,57 l. Chaetoceros m uelleri tiene un peso seco aproximado de 0,03 mg por millón de células.

9.9 INDUCCION AL DESOVE

Ejemplares que alcancen desarrollo gonadal propicio (FotoNº7B),son colocados en tanques de bajo volumen (tanques de 100 litros)(Foto Nº 7C). Se produce una elevación de la temperatura con calentadores individuales hasta alcanzar los 26 o 27ºC. Esto es suficiente para estimular el desove entre 3 a 7 horas mas tarde. La fecundidad puede variar entre 500 a 4 000 000de óvulos por animal. Espermios y óvulos son obtenidos por separado. Posteriormente son unidos en otro tanque similar (máximo en un tiempo de una hora).

Foto Nº 7 A) Reproductor maduro C) inducción al desove por Schok termico

Fuente: Cultivo de moluscos Silva 1987 Se conoce que la concha de abanico es una especie hermafrodita, que libera gametos al medio acuático (mar), en donde se lleva a cabo la fecundación, proceso embriológico, desarrollo de la larva, asentamiento larval y la metamorfosis, se concoce también las condiciones ambientales y la alimentación, tanto en la etapa larvaria como en los adultos, esto hace posible llevar a cabo la reproducción de Argopecten purpuratus ; desove, fecundación y cultivo larvario. El desove requiere saber identificar bien los animales maduros y en condiciones de desovar, ya sea provenientes del a iente natural o previamente acondicionados en Hatchery; de tal manera encuentren en las mejores condiciones de evacuar gametos viables y en cantidades adecuadas a las necesidades. La fecundación, se hace necesario conocer las condiciones ambientales que requieren los gametos asi mo las características de los gametos y sus concentraciones y la proporciónes para una buena fecundación.

En la mayoría de las especies de bivalvos de interés comercial, los gametos se expulsan al medio exterior, donde tiene lugar la fecundación. El esperma es expulsado a través de la abertura o sifón exhalante en un chorro fino y constante (Foto Nº 8A ) La expulsión de los óvulos es más intermitente y se emiten en nubes desde la abertura exhalante o sifón ( Foto Nº 8B ).

Foto Nº 8 Espermiacion (A) y desove (B) de Argopecten purpuratus

Fuente: Alvarado- Alvarez , 1996 En especies como las vieiras (Argopecten ) o las ostras, las hembras baten las valvas para expulsar los óvulos, despegando así los que se han quedado adheridos a las branquias. En muchas especies, las gónadas se encuentran vacías después del desove y es imposible distinguir a mple vista el sexo de cada individuo. Se conoce esta fase como la de descanso. En los desovadores parciales, puede que la gónada nunca llegue a vaciarse del todo.

En esta presentación profundizaremos en algunos puntos de la regulación del desove de A. purpuratus, estudios del control de esta etapa del ciclo reproductivo nos han llevado a proponer un método de fecundación que podría incidir positivamente en el cultivo de este bivalvo y otros de características reproductivas similares. Respecto al desove, hemos demostrado que las monoaminas: serotonina, dopamina y noradrenalina cambian su contenido en la gónada durante este proceso como también sucede con los segundos mensajeros medidos. Existen numerosos estudios indicando que la serotonina es en general un inductor efectivo del desove. No obstante, esta inducción en pectínidos gonocóricos, requiere mayores dosis para liberar gametos femeninos que para la expulsión de los masculinos (Matsutani, 1990) y en los hermafroditas funcionales A. irradians (Gib bons y Castagna, 1984), P. ziczac (Vélez et al., 1990), y A. purpuratus (Martínez et al., 1996) sólo induce liberación de espermatozoides y no de ovocitos. Con respecto a otras amina no se han logrado resultados exitosos excepto en casos aislados usando dosis muy altas de ellas. Nuestros ensayos en A. purpuratus (Martínez et al., 1996) mostraron que noradrenalina y dopamina al igual que la serotonina, no inducen liberación de ovocitos pero, si se las inyecta mezcladas con prostaglandina E2, logran en un porcentaje significativo esta liberación.

Al permitir un control más estrecho de la fecundación, otra posibilidad es que cada adulto se transfiera a un pequeño recipiente de agua de mar filtrada a la temperatura necesaria en cuanto empiece a desovar (Foto Nº 9 ). Se marca el recipiente indicando la hora y un número de referencia para facilitar el seguimiento de este adulto en particular a lo largo de sus actividades de desove. A medida que los adultos desovan y nublan el agua con los gametos, se les traslada a un recipiente nuevo y limpio, previo aclarado con agua filtrada. Se marca el recipiente nuevo indicando la hora de transferencia y el mismo número de referencia del adulto. Se observa con atención cada vaso que contiene un adulto que esté expulsando esperma para detectar enseguida el comienzo de la liberación de óvulos, que suele ocurrir de forma repentina. Cuando un adulto cambia a la producción de huevos se le retira inmediatamente y se le transfiere a otro recipiente después del aclarado, marcando con el mismo número de referencia y la hora de la transferencia. Cuando se ha expulsado un número suficiente de huevos, se retiran los adultos de los vasos antes de que vuelvan a producir esperma. De esta manera, los huevos y el esperma de cada adulto se acumulan por separado, y se identifican por su número específico de referencia y tiempo de producción.

Foto Nº 9 Proceso de espermiacion (F) y desove por schok termico (E)

Fuente: Disalvo y Alarcon, 1984 D – Se observan los moluscos con atención para identificar las que empiezan a desovar en la bandeja de agua templada. Los reproductores que desovan se aclaran con agua de mar filtrada y se les transfiere individualmente a vasos de precipitados marcados que contienen entre 0,5 y 1 l de agua de mar dentro de otras bandejas que actúan como baños de agua templada la temperatura de desove.

E – Después de expulsar el esperma, las vieiras cambian bruscamente y comienzan a liberar óvulos de color naranja. Inmediatamente después de este cambio es necesario retirar las vieiras, aclararlas y devolverlas a vasos limpios con agua de mar filtrada para continuar la liberación los óvulos. Si la producción de los óvulos es rápida y prolífica, a menudo se añade esperma de otras vieiras en este momento. F – Los óvulos de buena calidad, determinada por un examen microscópico, se ponen juntos en cubos de 10 l. Cabe destacar la utilización de una rasera circular de plástico para agitar suavemente el contenido del cubo y mantener los óvulos fecundados en suspensión. El cubo puede contener entre 5 y 10 millones de huevos – «a ojo de buen cubero».

9.10 PROCEDIMIENTOS PARA LA FECUNDACIÓN Antes de la fecundación, si no se ha hecho anteriormente, se mizan suavemente las suspensiones de óvulos utilizando un cedazo de tamaño apropiado (luz de malla de 90 µm o mayor) sostenido de tal manera que el cedazo se encuentre debajo del nivel del agua en un cubo o recipiente de mayor volumen, para eliminar restos fecales contaminantes de los adultos antes de añadir el esperma, reduciendo así el riesgo de una proliferación posterior de bacterias y de otros microorganismos durante la fase siguiente del proceso del cultivo. El método utilizado para fertilizar los huevos es esencialmente el mismo para las especies monoicas que para las dioicas, con la excepción de los bivalvos hermafroditas, con los que se debe tomar especial precaución para asegurar la fecundación cruzada de los óvulos con esperma de adultos distintos del lote en cuestión. Por este motivo, los lotes de óvulos de los distintos adultos se guardan por separado y se fecundan por separado con esperma recién liberado de 3 ó 4 machos a un cociente de 2 ml de esperma por l de suspensión de óvulos. Después de añadir el esperma, se dejan posar durante 60 a 90 minutos antes de agregarse –si es necesario– a los huevos fecundados de otros adultos.

9.11 DESARROLLO EMBRIONARIO Dentro del mismo período de tiempo, a la temperatura adecuada para la especie, los huevos fecundados empezarán a dividirse, al principio si en dos células iguales y luego de manera desigual en 4 células cuando se observa una célula grande, recubierta de 3 células mucho más pequeñas. Sin embargo, el primer signo de una fecundación exitosa, antes de que comience la división celular, es la extrusión del óvulo del primer cuerpo polar, que tiene una estructura pequeña en forma de bóveda (FigNº 2). Se puede evaluar el porcentaje de óvulos con desarrollo normal con la ayuda de un microscopio de baja potencia (aumento de x20-40). Las tasas de fecundación invariablemente superan el 90%, suponiendo que los óvulos estén completamente duros. Fig Nº2 Desarrrollo embrionario en Argopecten purpuratus

Fuente:

Fig Nº 2: Primeras etapas en el desarrollo de los óvulos; A – espermatozoides nadando alrededor de un óvulo redondeado; B – extrusión del primer cuerpo polar después de la fecundación; C – fase de dos células que también muestra el segundo cuerpo polar; D – fase de cuatro células; E – fase de ocho células. Los óvulos de la mayoría de los bivalvos ovíparos alcanzan tamaños de entre 60 y 80 µm, según la especie. El tiempo transcurrido desde la fecundación hasta las distintas fases de desarrollo depende de la especie y de la temperatura. 9.12 DESARROLLO LARVARIO Tanques para embriones y larvas Los huevos fecundados siguen desarrollándose en tanques como los que aparecen en las Ilustraciones 50 y 52 hasta que llegan a la fase de larva veliger D de concha completa, llamada así por la característica forma en D de las valvas de la concha (Ilustración 51). Las larvas D de los distintos bivalvos cultivados comercialmente se parecen mucho entre sí .Existe un amplio abanico de tanques circulares o semicuadrados (cuadrados de esquinas redondeadas) que se pueden utilizar para el desarrollo embrionario y larvario (Ilustración 52). Es aconsejable construirlos de polietileno o de fibra de vidrio con material nuevo y no reciclado (también llamado PRV, plástico reforzado con vidrio, o fibra de vidrio). Los tanques que se utilizan por primera vez se llenan de agua de mar y se dejan de 2 a 4 meses, ca ando el agua semanalmente. Esto permite la eliminación de sustancias tóxicas del material plástico nuevo que se lixivian a la superficie y que pueden ser perjudiciales para las larvas. Se puede reducir este tiempo de remojo con agua de mar empleando otro procedimiento más rápido, que consiste en limpiar los tanques de fibra de vidrio con vapor. Los tanques de fondo plano o los de fondo cónico con una pendiente pequeña (p. ej. con el fondo casi plano) son los más utilizados para el desarrollo embrionario (Ilustración 52). Los tanques de fondo cónico de pendiente muy pronunciada son menos apropiados porque los primeros embriones son inmóviles y tienen tendencia a quedarse agregados en el fondo del cono. Foto Nº 11 Tanques de incubación de larvas de Argopecten purpuratus

Fuente: Tratamiento del agua: Los tanques de cultivo se llenan de agua de mar filtrada a un tamaño de partículas de 1 a 2 µm (Ilustración 53A) y se calientan a la temperatura necesaria (normalmente entre 18 y 24 ºC; excepto para las especies de aguas frías que requieren una temperatura más baja). Algunos criaderos desinfectan el agua después de la filtración fina pasándola por una unidad de luz ultravioleta (UV) (Ilustración 53B), pero el valor de este método es cuestionable a menos que se utilice correctamente y a discreción. El mantenimiento de las unidades de UV tiene que realizarse siguiendo las recomendaciones del fabricante, debiéndose guardar un registro de las horas de uso de las lámparas. Es necesario sustituir las lámparas cuando éstas alcancen las horas de uso recomendadas, momento en el que conviene limpiar la funda de sílice de cuarzo que separa la lámpara de la circulación del agua, utilizando un trapo suave mojado en alcohol. Además, estas unidades están diseñadas para desinfectar agua dulce y no son tan eficaces a la hora de eliminar o inmovilizar las bacterias marinas u otros microorganismos. A veces conviene filtrar el agua y llenar los tanques de cultivo 24 horas antes de ser utilizados. Esto ocurre con más frecuencia en los criaderos ubicados cerca de estuarios contaminados por residuos industriales o domésticos o por la lixiviación a través de estratos geológicos metalíferos (y restos de minería) en la cuenca de captación, que puede contener cantidades elevadas de metales pesados. El paso siguiente consiste en tratar el agua con 1 mg por l de EDTA (sal sódica –como la que se usa en la preparación del medio de cultivo de algas) y 20 mg por l de metasilicato sódico y luego airearla vigorosamente durante 24 horas. El tratamiento previo ayuda a complejar los metales pesados y volverlos inocuos durante las primeras fases del desarrollo larvario de los bivalvos. No es necesario filtrar el agua después del tratamiento previo, aunque sí apagar la aireación durante el desarrollo embrionario. Cultivo de embriones Los embriones se almacenan en los tanques de cultivo unas 2 horas después de la fecundación a la densidad adecuada. Las larvas D que han completado su desarrollo se recuperan unas 24 a 48 horas más tarde, en función la especie y la temperatura del agua . Se utiliza poca o ninguna aireación durante el desarrollo embrionario. muchas especies de vieira una densidad alta inicial de similar tipo produce un desarrollo anormal y por este motivo los números generalmente se restringen de 10 000 a 15 000 huevos fecundados por l de volumen de tanque en especies de aguas más templadas. En las especies de vieiras de aguas frías las densidades de huevos se basan con mayor frecuencia en la superficie de los tanques más que en el volumen del tanque, donde la densidad máxima no debe superar los 1 000 por cm2.el primer estadio larval en aparecer son las larvas trocoforas ( 12 horas) y tienen las siguientes características.

Talla de 70 um. • Color anaranjado. • Las primeras formas larvarias móviles, no consumen alimento • Una corona de cilios móviles conocida como prototroca está centrada en el polo animal y realiza eventualmente la ción de locomoción de la larva.

Foto Nº A), B) larvas trocoforas C) y D) larvas D

Fuente: Cultivo de moluscos FAO, 1997 Foto Nº 12 Larvas D Foto Nº 13 Larvas umbonadas

Fuente: A las 24 horas después de la fecundación aparen las larvas D (Foto Nº ), miden un promedio de 95 micrones de longitud y 79 micrones de altura valvar es un nadador activo comienza a alimentarse, aparece la primera valva larval , la característica mas importante es la aparición es el velo que lo mantiene durante todo el estado de veliger Alos 5 a 6 dias aparece la larva umbonada mide aproximadamente 161 micras de longitud y 144 micras de alyura valvar, se cracteriza por la elevacion dorsal en la valva. (Foto Nº 13)

Manejo de cultivos larvarios Los cultivos larvarios requieren un mantenimiento diario. Funcionan normalmente como sistemas estáticos de agua, es decir, sin un intercambio continuo de agua, aunque algunos criaderos utilizan sistemas de cultivo de circulación continua . Las concentraciones de células alimenticias deben mantenerse a un nivel suficiente para propiciar una actividad alimentaria eficiente. Para evitar la acumulación de metabolitos potencialmen ivos, los tanques requieren cambios completos de agua a intervalos regulares durante el desarrollo larvario desde la fase D hasta el inicio de la metamorfosis. La frecuencia con que se hagan los cambios depende del número y talla media las larvas cultivadas. El agua se cambia a intervalos de 48 horas ó 3 veces cada semana:

- a densidad mayor de larvas en fases iniciales (15 000 20 000 por l a <120 µm), - a densidad menor de larvas en fases finales (<5 000 por litro desde 150 a 200 µm) o, - a unas 2 000 por litro desde 250 a 300 µm.

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ESTUDIOS DEL DESOVE En esta presentación profundizaremos en algunos puntos de la regulación del desove de A. purpuratus porque nuestros estudios del control de esta etapa del ciclo reproductivo nos han llevado a proponer un método de fecundación que podría incidir positivamente en el cultivo de este bivalvo y otros de características reproductivas similares. Respecto al desove, hemos demostrado que las monoaminas: serotonina, dopamina y noradrenalina cambian su contenido en la gónada durante este proceso como también sucede con los segundos mensajeros medidos. Existen numerosos estudios indicando que la serotonina es en general un inductor efectivo del desove. No obstante, esta inducción en pectínidos gonocóricos, requiere mayores dosis para liberar gametos femeninos que para la expulsión de los masculinos (Matsutani, 1990) y en los hermafroditas funcionales A. irradians (Gib bons y Castagna, 1984), P. ziczac (Vélez et al., 1990), y A. purpuratus (Martínez et al., 1996) sólo induce liberación de espermatozoides y no de ovocitos. Con respecto a otras aminas, no se han logrado resultados exitosos excepto en casos aislados usando dosis muy altas de ellas. Nuestros ensayos en A. purpuratus (Martínez et al., 1996) mostraron que noradrenalina y dopamina al igual que la serotonina, no inducen liberación de ovocitos pero, si se las inyecta mezcladas con prostaglandina E2, logran en un porcentaje significativo esta liberación. Se sabe que la gametogénesis en el ovario de moluscos bivalvos se detiene con la formación de ovocitos en profase I de la meiosis y se reinicia posterior mente, una vez que se rompe la vesícula germinativa. Esta ruptura de la vesícula (germinal vesicle)