VETAGRO SUP CAMPUS VETERINAIRE DE LYON
Année 2017 - Thèse n°069
LES ZOONOSES TRANSMISES PAR LES REPTILES ET RISQUES ASSOCIES POUR LES MANIPULATEURS : ETUDE DE LA PREVALENCE DE L’AGENT CRYPTOSPORIDIUM SPP. DANS LES SELLES
THESE
Présentée à l’UNIVERSITE CLAUDE-BERNARD - LYON I (Médecine - Pharmacie) et soutenue publiquement le 3 novembre 2017 pour obtenir le grade de Docteur Vétérinaire
par
CLAUDE William Né le 2 juillet 1991 à Guilherand (07)
VETAGRO SUP CAMPUS VETERINAIRE DE LYON
Année 2017 - Thèse n°069
LES ZOONOSES TRANSMISES PAR LES REPTILES ET RISQUES ASSOCIES POUR LES MANIPULATEURS : ETUDE DE LA PREVALENCE DE L’AGENT CRYPTOSPORIDIUM SPP. DANS LES SELLES
THESE
Présentée à l’UNIVERSITE CLAUDE-BERNARD - LYON I (Médecine - Pharmacie) et soutenue publiquement le 3 novembre pour obtenir le grade de Docteur Vétérinaire
par
CLAUDE William Né le 2 juillet 1991 à Guilherand (07)
LISTE DES ENSEIGNANTS DU CAMPUS VETE RINAIRE DE LYON (MAJ :13/04/2017)
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REMERCIEMENTS AU JURY
A Monsieur le Professeur Thierry PONCHON Faculté de Médecine de Lyon Qui nous a fait l’honneur d’accepter la présidence de notre jury de thèse. Hommages respectueux.
A Madame le Docteur Magalie RENE-MARTELLET VetAgro Sup, Campus Vétérinaire de Lyon Pour l’encadrement de ce travail, pour son soutien professionnel et personnel. Pour sa gentillesse. Un grand merci.
A Monsieur le Docteur Lionel ZENNER VetAgro Sup, Campus Vétérinaire de Lyon Qui nous a fait l’honneur de participer à notre jury de thèse. Sincères remerciements pour son implication personnelle dans ce travail.
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REMERCIEMEMENTS PERSONNELS
A ma famille, Vous êtes ma plus grande force et ma plus grande fierté dans ce monde. J’espère pouvoir un jour avoir votre force et vous rendre autant que ce que vous m’avez donné. Aucuns mots n’exprimeront à sa juste valeur l’amour que je vous porte.
A mes nouveaux amis, Toutes ces années n’ont été que de merveilleux souvenirs grâce à vous. Puissent ces cinq années n’être que les premières d’une longue série d’aventures.
A mes amis d’enfance, A toutes ces années innocentes, sans regrets. Je ne pourrais jamais passer autant de temps que ce que je voudrais avec vous mais cela rend chacune de nos retrouvailles uniques.
A mon grand-père, Tu demeures dans mon cœur comme un souvenir inaltérable et chaleureux. Tu nous manques.
Au service de parasitologie de VetAgro Sup, personnels et stagiaires, Sans votre aide cette thèse n’aurait pu aboutir.
A Madame Marie-Thérèse Poirel, Pour votre aide précieuse lors de mes analyses, votre patience et votre gentillesse durant mon apprentissage au service de parasitologie.
A Slim, Pour ton aide et ton implication dans mon étude. Pour tes conseils précieux et ton esprit unique.
Au parc zoologique, aux éleveurs et aux propriétaires de reptiles qui se sont impliqués dans cette étude, Je vous remercie pour ces rencontres uniques en leurs genres. Merci pour votre passion contagieuse.
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Table des matières
TABLE DES ANNEXES ...... 15
TABLE DES FIGURES ...... 17
TABLE DES TABLEAUX ...... 21
LISTE DES ABREVIATIONS ...... 23
INTRODUCTION ...... 25
1ERE PARTIE : SYNTHESE BIBLIOGRAPHIQUE ...... 27
1. La détention de reptiles en captivité en France ...... 27
1.1. Eléments de classification et de biologie...... 27
1.1.1 Les Chéloniens ...... 28
1.1.2. Les Crocodiliens ...... 31
1.1.3. Les Rhynchocéphales ...... 32
1.1.4. Les Sauriens...... 32
1.1.5. Les Ophidiens ...... 36
1.2. Législation ...... 40
1.2.1. Détention ...... 40
1.2.2. Elevage/reproduction ...... 41
1.2.3. Commercialisation ...... 41 1.2.3.1. Législation internationale ...... 41 1.2.3.2. Législation européenne ...... 42 1.2.3.3. Législation française ...... 44
1.3. Origine des reptiles détenus en France ...... 45
1.4. Profils des détenteurs et manipulateurs de reptiles...... 45
1.4.1. Soigneurs en parcs zoologiques...... 45
1.4.2. Eleveurs ...... 46
1.4.3. Particuliers ...... 46
1.4.4. Vétérinaires...... 47
1.5. Risques associés à la détention et à la manipulation de reptiles...... 48
2. Les zoonoses transmises par les reptiles ...... 49
2.1. Définition ...... 49
9
2.2. Importance ...... 49
2.3. Principales zoonoses transmises par les reptiles ...... 50 2.3.1. Liste des principales zoonoses transmissent par les reptiles et aaaaaaamodalités de transmission ...... 50
2.3.2. Zoonoses à transmission oro-fécale ...... 53 2.3.2.1. Salmonellose ...... 53 2.3.2.2. Campylobactériose ...... 55 2.3.2.3. Listériose ...... 57 2.3.2.4. Pentastomidose ...... 59 2.3.2.5. Cryptosporidiose ...... 61 2.3.2.6. Ophidascarose ...... 62 2.3.3. Zoonoses transmises par contact avec la peau saine ou les aaaaaaamuqueuses et par effraction cutanée ...... 63 2.3.3.1. Aeromonose ...... 63 2.3.3.2. Mycobactériose ...... 65 2.3.3.3. Pseudomonose ...... 68 2.3.3.4. Tularémie...... 70 2.3.3.5. Leptospirose ...... 72 2.3.3.6. Ophionyssose ...... 75 2.3.3.7. Yersiniose ...... 77 2.3.3.8. Mélioïdose ...... 80 2.3.3.9. Sparganose ...... 82 2.3.3.10. Mycoses ...... 84
2.3.4 Zoonoses transmisses par les aérosols ...... 87 2.3.4.1. Mycobactériose ...... 87 2.3.4.2. Pseudomonose ...... 87 2.3.4.3. Tularémie...... 88 2.3.4.4. Leptospirose ...... 89 2.3.4.5. Zygomycose ...... 90
2.3.5. Zoonoses transmisses par des vecteurs ...... 91 2.3.5.1. Tularémie...... 91 2.3.5.2. Togavirose ...... 91 2.3.5.3. West Nile Virus ...... 93
2.3.6. Zoonoses transmises par la consommation de produits animaux ...... 95 2.3.6.1. Mesocestoïdose ...... 95 2.3.6.2. Sparganose ...... 98 10
2.3.6.3. Listériose ...... 99 2.3.6.4. Pentastomidose ...... 99
2.4. Prévention des zoonoses chez les détenteurs/manipulateurs de reptiles .... 100
2.4.1. Les conditions favorisant la transmission...... 100
2.4.2. Les principales situations à risque en fonction des catégories ...... 101 2.4.2.1. Les parcs zoologiques...... 101 2.4.2.1. Les élevages ...... 101 2.4.2.3. Les particuliers ...... 102 2.4.2.3. La pratique vétérinaire ...... 102
2.4.3. Recommandations pour prévenir les risques de transmission ...... 103 3. Etude de Cryptosporidium sp. chez les reptiles maintenus en captivité aaaaaaaet risques associés ...... 105
3.1. Etiologie ...... 105
3.1.1. Historique de la découverte de la cryptosporidiose chez les reptiles .. 105
3.1.2. Description et taxonomie de l’agent Cryptosporidium sp...... 106
3.1.3. La cryptosporidiose zoonose ...... 106
3.2. Cycle et épidémiologie ...... 107
3.2.1. Cycle parasitaire ...... 107
3.2.2. Résistance dans le milieu extérieur ...... 108
3.2.3. Prévalence et épidémiologie chez les reptiles ...... 108
3.2.4. Prévalence et risques de transmission à l’homme ...... 109
3.3. Diagnostic de la cryptosporidiose chez les reptiles ...... 109
3.3.1. Signes cliniques ...... 109
3.3.2. Diagnostic différentiel ...... 110
3.3.3. Diagnostic coproscopique ...... 110
3.3.4. Diagnostic moléculaire ...... 112
3.4. Traitements ...... 112
3.4.1. Traitements chez les reptiles ...... 112
3.4.2. Traitements chez l’homme ...... 113 2EME PARTIE : ESTIMATION DE LA PREVALENCE DU PORTAGE ENaaaaa CRYPTOSPORIDIUM SP. CHEZ LES REPTILES MAINTENUS EN CAPTIVITE ENaaaaa FRANCE ET CARACTERISATION GENETIQUE DES AGENTS ...... 115
11
1. Objectifs de l’étude...... 115
2. Matériels et méthode ...... 115
2.1. Recrutement des reptiles...... 116
2.2. Récolte des échantillons ...... 116
2.2.1. Technique de collecte ...... 116
2.2.2. Questionnaire ...... 116
2.2.3. Conservation ...... 117
2.3. Analyses coproscopiques...... 117
2.3.1. Examen direct après coloration saccharose ...... 118
2.3.2. Technique de flottaison ...... 118
2.3.3. Lecture et photographie ...... 120
2.4. Analyses moléculaires ...... 121
2.4.1. Extraction d’ADN ...... 121
2.4.2. Détection de Cryptosporidium spp. par nested-PCR ...... 122
2.4.3. PCR de contrôle pour l’ADN bactérien Universelle ...... 123
2.4.4. Révélation ...... 123
2.4.5. Séquençage ...... 125
2.4.6. Reconstruction phylogénétique ...... 127
3. Résultats ...... 127
3.1. Description de la population de reptiles étudiées ...... 127
3.2. Prévalence des infections par Cryptosporidium spp. chez les reptiles ...... 129
3.2.1. Résultats de la recherche coproscopique par coloration saccharose ... 129
3.2.2. Résultats de la détection de Cryptosporidium spp. par PCR ...... 130
3.2.3. Comparaison des prévalences...... 130
3.2.4. Analyse des séquences et reconstruction phylogénétique ...... 131
3.3. Les autres parasites détectés par coproscopie ...... 133
3.3.1. Prévalence du parasitisme par coproscopie ...... 133 3.3.2. Morphologie des principaux œufs de parasites/ookystes détectés aaaaaaadans les selles ...... 135
4. Discussion...... 140
4.1. Protocole et échantillonnage...... 140 12
4.2. Méthodes de détection de Cryptosporidium spp...... 142
4.3. Caractérisation des espèces de cryptosporidies ...... 143
4.4. Les autres parasites détectés ...... 144
BIBLIOGRAPHIE ...... 149
ANNEXES ...... 157
13
14
TABLE DES ANNEXES
Annexe 1 : Exemples d’espèces de reptiles communes en terrariophilie et parcs zoologiques ...... 157 Annexe 2 : Fiche de commémoratifs à remplir lors de l’échantillonnage de selles ...... 163 Annexe 3 : Exemple de fiche de demande de séquençage BIOFIDAL avec descriptif des amorces à utiliser ...... 164
15
16
TABLE DES FIGURES
Figure 1: Classification simplifiée des reptiles ...... 28
Figure 2: Caméléon casqué (Chamaeleo calyptratus) agressif envers son propriétaire ...... 47
Figure 3: Principales modalités de contamination humaines par les salmonelles ...... 54
Figure 4: Principales modalités de contamination humaine par les Campylobacter ...... 56
Figure 5: Principales modalités de contamination humaine par des les Listérias ...... 58
Figure 6: Cycle parasitaire des pentastomides et modalités de transmission à l’homme ...... 60
Figure 7: Cycle parasitaire de Ophidascaris et modalités de transmission à l’homme ...... 62
Figure 8: Principales modalités de contamination humaine par les Aeromonas ...... 64
Figure 9: Principales modalités de contamination humaine par les mycobactéries ...... 67
Figure 10: Principales modalités de contamination humaine par les Pseudomonas ...... 69
Figure 11: Principales modalités de contamination humaine par les agents de la tularémie ... 71
Figure 12: Principales modalités de contamination humaine par les agents de laaaaa leptospirose ...... 73
Figure 13: Cycle parasitaire d’Ophydionyssus et modalités de transmission à l’homme ...... 76
Figure 14: Principales modalités de contamination humaine par Yersinia enterolitica ...... 78
Figure 15: Principales modalités de contamination humaine par Yersiniaaaaaa pseudotuberculosis ...... 79
Figure 16: Principales modalités de contamination humaine par les agents de laaaaa mélioïdose ...... 81
Figure 17: Cycle parasitaire des cestodes du genre Spirometra et modalités deaaaa transmission à l’homme ...... 83
Figure 18: Principales modalités de contamination humaine par les agents de mycoses ...... 85
Figure 19: Principales modalités de contamination humaine par les mycobactéries ...... 87
Figure 20: Principales modalités de contamination humaine par les Pseudomonas ...... 88
Figure 21: Modalités de contamination aérienne par les agents de la tularémie ...... 89
Figure 22: Modalités de contamination aérienne par les agents de la leptospirose ...... 89
Figure 23: Principales modalités de contamination humaine par des zygomycoses ...... 90
Figure 24: Modalités de contamination vectorielle par les agents de la tularémie ...... 91
17
Figure 25: Principales modalités de contamination humaine par les togavirus ...... 92
Figure 26: Principales modalités de contamination humaine par le West Nile Virus ...... 94
Figure 27: Cycle parasitaire de la mesocestoïdose ...... 97
Figure 28: Cycle parasitaire de la sparganose ...... 98
Figure 29: Modalités de contamination alimentaire par les agents de la listériose ...... 99
Figure 30: Modalités de contamination alimentaire par les pentastomides ...... 100
Figure 31: Cycle parasitaire de Cryptosporidium sp...... 108
Figure 32: Cryotubes de conservations de selles pour analyse PCR ...... 117
Figure 33:Préparation de lame avec coloration des selles au saccharose ...... 118
Figure 34: Passoire avec compresse non pressée (photo de gauche) et pressée (photo deaaaaa droite) pour récupérer la solution ...... 119
Figure 35: Disposition des tubes avec lamelle dans la centrifugeuse ...... 120
Figure 36: Lecture de lame de microscope avec la technique de l'escalier ...... 120
Figure 37:Microscope optique avec appareil de photographie monté et écran de lectureaaaaa (Photo de gauche) / Image au microscope optique (objectif x10) avec échelle de mesureaaaaa intégrée (Photo de droite) ...... 121
Figure 38: Matériel utilisé pour la révélation des PCR (Cuve de migration (à gauche) /aaaaa Révélation sous lampe UV (droite) ...... 124
Figure 39: Gel d'électrophorèse réalisé à partir des produits d'amplification de la PCR pouraaaaa Cryptosporidium sp...... 125
Figure 40:Gel d'électrophorèse réalisé à partir des produits d'amplification de la PCR pouraaaaa l’ADN bactérien Universelle / ...... 125
Figure 41: Exemple de chromatogramme de séquence avec le logiciel BioEdit® ...... 126
Figure 42: Exemple de sequence consensus obtenue sous format .txt ...... 127
Figure 43: Localisation des sites de collecte d’échantillons de selles avec départements ..... 129
Figure 44: Oocystes de Cryptosporidium spp. après coloration saccharose ...... 129
Figure 45: Arbre phylogénétique construit à partir des résultats du séquençage par analyseaaaaa d’une portion du gène de la petite sous-unité d’ARN ribosomial 16S ...... 132
Figure 46: Œufs d'Ascaris ...... 135
Figure 47: Œuf de Capillaria ...... 136
Figure 48: Œufs d'oxyures ...... 136
Figure 49: Œuf de Strongle ...... 137 18
Figure 50: Œuf de Rénifers ...... 137
Figure 51: Œuf de Cestode ...... 138
Figure 52: Oocystes de Coccidies ...... 138
Figure 53: Œufs de pentastomides ...... 139
Figure 54: Œufs d'acariens / Acariens et œuf d'acarien ...... 140
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TABLE DES TABLEAUX
Tableau I : Listes des principales zoonoses bactériennes abordées et leur importance ...... 51 Tableau II : Listes des principales zoonoses parasitaires et virales abordées et leur importance ...... 52 Tableau III : Antiparasitaires utilisables chez les reptiles et posologies ...... 105 Tableau IV : Nombres d’échantillons prélevés par source et par groupe de reptile ...... 128 Tableau V : Résultats des colorations saccharoses par groupe zoologique ...... 129 Tableau VI : Résultats des tests PCR par groupe de reptile ...... 130 Tableau VII : Résultats et comparaison de la coloration saccharose et de la PCR cryptosporidiose ...... 130 Tableau VIII : Résultats d’analyses BLAST des séquences des échantillons positifs en PCR ...... 131 Tableau IX : Résultats des examens coproscopiques par flottaison par groupe de reptile ... 133 Tableau X : Parasites retrouvés lors des coproscopies par flottaison ...... 134
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LISTE DES ABREVIATIONS
ADN Acide DésoxyriboNucléique ARN Acide RiboNucléique C. Cryptosporidium CDC Center for Diseases Control and Prévention dNTP Dinucléotide triphosphate E. coli Escherichia coli ELISA Enzyme Linked ImmunoSorben Assay g Gramme h Heure
H2O Molécule d’eau HD Hôte définitif HI Hôte intermédiaire kg Kilogramme L Litre LCR Liquide Céphalorachidien mg Milligramme
MgCl2 Molécule de Chlorure de Magnésium min Minute mL Millilitre mm Millimètre MSRV Rappaport-Vassiliadis semi-solide modifiée N° Numéros NAC Nouveaux Animaux de Compagnie OMS Organisation Mondiale de la Santé PCR Polymerase Chain Reaction RT-PCR Reverse Transcription - Polymerase Chain Reaction Spp. Espèce Subsp. Sous-espèce USA United States of America (Etats-Unis) µL Microlitre
23
µm Micromètre °C Degrés Celsius % Pourcent
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INTRODUCTION
On entend parler de plus en plus des « NAC » ou Nouveaux Animaux de Compagnie. Ce terme est utilisé pour désigner les animaux inhabituels, exotiques ou non que l’on pourrait avoir chez soi comme animaux de compagnie aux côtés de nos traditionnels chiens et chats. Le qualificatif « Nouveaux » peut sembler inapproprié car l’homme côtoie les oiseaux, les petits mammifères et les reptiles depuis plusieurs siècles déjà. Mais son attachement envers eux, leur médecine et la compréhension de leurs mœurs sont en revanche assez récents. L’augmentation croissante et rapide de leur place parmi les animaux de compagnies en France depuis plusieurs années va de pair avec une méconnaissance des besoins physiologiques de ces espèces et des risques qu’ils peuvent représenter pour l’homme.
S’il est reconnu que les mammifères domestiques peuvent transmettre des maladies parfois graves aux hommes, cela est bien moins connu concernant les reptiles. En effet le risque pour un individu d’être exposé à un agent pathogène zoonotique transmis par un reptile est directement proportionnel au nombre de propriétaires, manipulateurs de reptiles dans la population. Ce nombre étant faible, le risque peut être sous-estimé. Cette méconnaissance des risques peut conduire à un manque de méfiance des personnes qui les côtoient et les manipulent tant les cas rapportés sont rares. Pourtant nous ne manquons pas d’exemples pour illustrer le réel danger zoonotique que représentent les reptiles pour l’homme. Les épidémies de salmonellose humaine associées à la manipulation de reptiles, en particulier aux Etats-Unis, la sparganose dans des pays d’Asie sont des exemples parmi d’autres. Enfin certaines maladies qui étaient totalement écartées de la liste des zoonoses depuis plusieurs années commencent à induire le doute notamment grâce aux avancées en matière de diagnostic moléculaire. La cryptosporidiose fait partie de ces maladies transmises par l’animal dont les reptiles, dont certains variants sont reconnus comme dangereux chez l’homme, pouvant causer des gastro- entérites parfois sévères. Il était jusque-là établi qu’elle n’était zoonotique que lorsqu’elle était transmise par les mammifères principalement avec pour chef de fil Cryptosporidium parvum. Qu’en est-il des cryptosporidies hébergées par les reptiles ? A-t-on suffisamment d’informations fiables pour affirmer que ces espèces ne représentent pas de danger pour l’homme exposé ? Aucune étude de prévalence n’a été réalisée à ce jour chez des reptiles élevés en captivité en France.
La première partie de ce travail sera consacrée à la présentation des reptiles en tant qu’animaux de compagnie avec leur classement au sein du vivant, quelques points de législation les concernant et une revue des différentes maladies bactériennes, parasitaires et virales qu’ils sont susceptibles de transmettre à l’homme. Une attention plus particulière sera portée sur la cryptosporidiose dans cette partie bibliographique. La seconde partie exposera les résultats d’une étude visant à déterminer la prévalence du portage en cryptosporidies chez des reptiles d’élevage, de particuliers ou de parcs zoologiques en France et à caractériser les espèces par PCR et séquençage afin d’estimer le risque zoonotique pour la population exposée.
25
26
1ERE PARTIE : SYNTHESE BIBLIOGRAPHIQUE
1. La détention de reptiles en captivité en France
Cette première partie introduit la notion de reptile en tant qu’animal pouvant être proche de l’homme. On peut observer ce type d’animaux lors d’une visite dans un parc animalier, ils peuvent nous paraitres alors exotiques et inaccessibles. Mais depuis plusieurs années il n’est plus rare de pouvoir en croiser chez des vendeurs animaliers ou même des éleveurs spécialisés. Il devient possible de les faire rentrer chez soi et de leur faire une place parmi nos traditionnels compagnons. Leur physiologie unique et leur comportement en font des animaux pour lesquels une approche différente de celle des petits mammifères et des oiseaux est indispensable, pour le vétérinaire et le particulier. Nous rappellerons quelques notions de classification de ces animaux au sein du vivant, de biologie générale et de législation puis nous nous attarderons sur les profils des manipulateurs en France conduisant à une possible exposition à des agents zoonotiques.
1.1. Eléments de classification et de biologie[8,31,58,67,74,86]
Les reptiles possèdent plusieurs caractéristiques qui les distinguent des mammifères et des oiseaux. Ils pondent des œufs amniotiques capables de résister sur de nombreux terrains terrestres. Ils ont une peau sèche recouverte d’écailles qui sont imperméables à l’eau. Ils ne possèdent pas de diaphragme, on ne distinguera donc pas chez eux de cavité thoracique et abdominale mais on parlera de cavité cœlomique. C’est principalement grâce à leur musculature intercostale qu’ils peuvent respirer. Leur cœur comporte trois compartiments, deux oreillettes et un ventricule dans lequel le sang oxygéné et le sang non oxygéné se mélange un peu au cours d’un cycle cardiaque (sauf chez les crocodiliens). Ce cœur comporte aussi un gros sinus veineux, appelé sinus venosus, qui reçoit le sang veineux des trois veines caves (la caudale, la crâniale droite et la crâniale gauche). Ils sont ectothermes ce qui signifie qu’ils ont besoin de sources de chaleur externes pour réguler leur température interne. Et sont poïkilotherme c’est- à-dire que cette température interne n’est pas constante mais peut varier en fonction des paramètres ambiants, les écarts de températures pouvant être de plus d’une dizaine de degrés Celsius. Ce n’est pas seulement la température de leur corps qui varie avec la température ambiante mais c’est l’ensemble de leur métabolisme, leur système digestif et immunitaire. Les reptiles ont leur zone de confort thermique appelée TMP (Température Moyenne Préférentielle) qui varie selon les espèces. Tous cela nous montre qu’ils sont extrêmement dépendants des paramètres de leur environnement, ce qui rend leur maintien en captivité plus délicat car il faut pouvoir reproduire aux mieux ces paramètres, au risque de les rendre malades.
Au sein de l’embranchement des Vertébrés la classe des Reptiles comprend plus de 10 450 espèces différentes que l’on peut classer en quatre ordres distincts : L’ordre des Rhynchocéphales (comprend uniquement le sphénodon), l’ordre des Chéloniens (ce sont les
27 tortues), l’ordre des Squamates (serpents et lézards) et l’ordre des Crocodiliens (crocodiles et alligators)[94].
L’ordre des Squamates se divise en deux sous-ordres distincts que sont les Sauriens (ou Lacertiliens, ce sont les représentant des lézards) et les Ophidiens (ce sont les serpents). La Figure 1 présente cette classification sous forme simplifiée.
Figure 1: Classification simplifiée des reptiles[100]
Les espèces les plus fréquemment vendues ou élevées en animalerie ou dans des parcs zoologiques en France sont présentés en Annexe 1.
1.1.1 Les Chéloniens[84]
Cet ordre comprend les tortues actuelles, terrestre et aquatiques. Elles sont anapsides, c’est-à-dire dépourvues de fosses temporales en arrière de l’orbite. Les chéloniens ne possèdent pas de dents mais un bec corné tranchant adapté à leur régime alimentaire herbivore ou carnivore. Leur ponte s’effectue à terre et leur corps est recouvert d’une cuirasse osseuse
28 recouverte d’écailles, appelée carapace, qui les protège. Cet ordre est lui-même divisé en deux sous-ordres : les Pleurodira et les Cryptodira.
Les Pleurodira :
Ce sont les tortues qui doivent plier leur cou dans le sens horizontal pour rentrer la tête dans leur carapace et dont le bassin est soudé au plastron. Ce sous-ordre est minoritaire est comprend trois familles de tortues :
- Pelomedusidae : comprend deux genres, le genre Pelomedusa et le genre Pelusios. Ce sont des tortues dulçaquicoles d’Afrique subsaharienne que l’on est susceptible de trouver en animalerie.
- Chelidae : comprend 14 genres, le genre Acanthochelys, Chelodina, Chelus, Emydura, Elseya, Elusor, Hydromedusa, Mesoclemmys, Myuchelys, Phrynops, Platemys, Pseudemydura Rheodytes et Rhinemys. Ce sont des tortues aquatiques à semi-aquatiques qui vivent en eaux douces dans des régions comme l’Australie, la Nouvelle-Guinée et l’Amérique du Sud. La Chelodina longicolis (tortue à long cou) peut être trouvée dans le commerce actuellement.
- Podocnemididae : comprend trois genres, le genre Podocnemis, Peltocephalus et Erymnochelis. Ce sont des tortues aquatiques que l’on retrouve dans les eaux douces d’Amérique du Sud et à Madagascar.
Les Cryptodira :
Ce sont les tortues qui peuvent fléchir leur cou dans le plan vertical en conservant leur orientation initiale et dont le bassin n’est pas soudé à leur plastron. Ce sous-ordre majeur comporte 11 familles de tortues :
- Emydidae : comprend 12 genres, le genre Chrysemys, Deirochelys, Graptemys, Malaclemys, Pseudemys, Trachemys, Actinemys, Clemmys, Emydoidea, Emys, Glyptemys et Terrapene. Ce sont des espèces aquatiques ou semi-aquatiques présentes sur tous les continents, vivant en eau douce excepté pour Malaclemys terrapin (tortue à dos diamanté) qui vit en eau salée. Trachemys scripta elegans (tortue de Floride) et les tortues boites (Terrapene) dont le plastron peut s’articuler sont deux espèces couramment détenues en France.
- Geoemydidae : c’est la plus grande famille de tortue puisqu’elle comprend 19 genres, Batagur, Cuora, Cyclemys, Geoclemys, Geomyda, Hardella, Heosemys, Leucocephalon, Malayemys, Mauremys, Melanochelys, Morenia, Notochelys, Orlitia, Pangshura, Sacalia, Siebenrockiella, Vijayachelys et Rhinoclemmydinae.
29
Ce sont des tortues d’eau douce présentes sur tous les continents. Le genre Cuora représente les tortues boites asiatiques qui ont la capacité de mouvoir leur carapace grâce à une charnière ventrale.
- Platysternidae : ne comprend qu’une seule espèce, Platysternon megacephalum (Platysterne à grosse tête). C’est une tortue aquatique originaire d’Asie à régime carnivore.
- Testudinidae : comprend 17 genres, Aldabrachelys, Astrochelys, Centrochelys, Chelonoidis, Chersina, Cylindraspis, Geochelone, Gopherus, Homopus, Indotestudo, Kinixys, Malacochersus, Manouria, Psammobates, Pyxis, Stigmochelys et Testudo. Ce sont les tortues terrestres, pour la plupart herbivores et présentes sur tous les continents. On y trouve notamment Testudo hermanni hermanni (tortue d’Hermann occidentale), Testudo hermanni boettgeri (tortue d’Hermann orientale), Testudo horsfieldii (Tortue des Steppes ou tortue de Horsfield), Testudo graeca (tortue grecque), Testudo marginata (tortue bordée), Centrochelys sulcata (tortue sillonnée) et Geochelone radiata (tortue rayonnée).
- Carettochelyidae : ne comprend plus qu’une seule espèce, Carettochelys insculpta, tortue dulçaquicole, aquatique, omnivore qui se rencontre en Nouvelle-Guinée et au nord de L’Australie et qui est reconnaissable par son nez ressemblant à un nez de cochon.
- Trionychidae : comprend 13 genres, les genres Cyclanorbis, Cycloderma, Lissemys, Amyda, Apalone, Chitra, Dogania, Nilssonia, Palea, Pelochelys, Pelodiscus, Rafetus, Trionyx. Ces tortues ont une carapace molle qui est recouverte d’une sorte de cuir épais et certaines sont capables d’absorber le dioxygène de l’air ou de l’eau par leur peau. Elles se rencontrent en Amérique du Nord, en Asie et en Afrique. Elles sont essentiellement carnivores et sont aussi reconnaissables par leur tête triangulaire qui se termine par une petite trompe.
- Dermatemydidae : comprend une seule espèce, Dermatemys mawii qui se rencontre au Guatemala, au Belize et au Mexique.
- Kinosternidae : comprend quatre genres, Kinosternon, Sternotherus, Claudius et Staurotypus. Ce sont des tortues aquatiques, pour la plupart carnivore et qui possèdent elles aussi un plastron mobile. Elles se rencontrent sur tous le continent Américain.
- Cheloniidae : comprend cinq genres, Caretta, Lepidochelys, Chelonia, Eretmochelys et Natator. Ce sont toutes des tortues marines, présentes dans les eaux tropicales et tempérées et qui possèdent une carapace sans carène mais avec des écailles.
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- Dermochelyidae : comprend un seul genre, Dermochelys. Ces tortues ne possèdent pas sur leur carapace de cornes ni d’écailles. Un cuir recouvre l’os qui forme des ondulations particulières. Elles sont présentes dans tous les océans mais sont en voie d’extinction.
- Chelydridae : comprend deux genres, le genre Chelydra et Macrochelys. Ce sont des tortues aquatiques carnivore d’Asie et d’Amérique, assez agressives avec un bec crochu et tranchant. On retrouve Macrochelys temminckii (tortue alligator) et Chelydra serpentina (tortue serpentine).
1.1.2. Les Crocodiliens[37,100]
Considérés aujourd’hui comme les plus proches parents des oiseaux, les reptiles de cet ordre sont adaptés à la vie terrestre et aquatique. Ils se caractérisent sur le plan anatomique par des narines et des yeux en position latérale. Leur cœur possède quatre cavités avec un cloisonnement presque parfait. Leurs épaisses écailles sont particulièrement cornées, aplaties et ne se chevauchent pas. On les divise en trois familles :
Les Crocodylidae :
Ils ont un museaux long et fin comparé aux alligators. On ne les trouve qu’en Afrique, en Asie et en Australie. Ils possèdent aussi une encoche sur la mâchoire supérieure dans laquelle se loge une dent de la mâchoire inférieure lorsqu’ils ont la gueule fermée et qui reste visible. On distingue quatre genres :
- Crocodylus : ce genre comporte 13 espèces présentes sur tous les continents dont Crocodylus niloticus (crocodile du Nil), Crocodylus palustris (crocodile des marais) et Crocodylus porosus (crocodile marin).
- Mecistops : ne comprend qu’une espèce en Afrique, Mecistops cataphractus (faux- gavial d’Afrique).
- Osteolaemus : ne comprend qu’une seule espèce d’Afrique, Osteolaemus tetraspis (crocodile nain).
- Tomistoma : il y a encore une incertitude sur ce genre à savoir s’il fait partie des Crocodylidae ou des Gavialidae. Ne comprend qu’une seule espèce, Tomistoma schlegelii (faux gavial de Malaisie) présente en Indonésie et en Malaisie.
Les Gavialidae :
Ce groupe ne comporte qu’un seul genre, Gavialis et ne comporte qu’une seule espèce : Gavialis gangeticus (le gavial du Gange) qui se trouve en Asie du Sud.
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Les Alligatoridae :
Ils ont un museau plus court et une tête plus large si on les compare aux crocodiles. Leur répartition géographique est aussi différente puisqu’on ne trouve les alligators qu’au sud des Etats-Unis et en Chine et les caïmans en Amérique du Sud même si certains ont été introduits en Amérique du Nord.
- Alligator : ce genre comprend deux espèces, Alligator mississippiensis (alligator d’Amérique) et Alligator sinensis (alligator de Chine).
- Paleosuchus : ce genre de caïman comprend deux espèces d’Amérique du Sud, Paleosuchus palpebrosus et Paleosuchus trigonatus.
- Melanosuchus : ce genre ne comporte qu’une seule espèce d’Amérique du Sud, Melanosuchus niger (caïman noir).
- Caiman : ce genre comporte trois espèces originaires d’Amérique centrale et du Sud, Caiman crocodilus (caïman à lunette), Caiman latirostris et Caiman yacare.
1.1.3. Les Rhynchocéphales[100]
Cet ordre de reptile ne comprend plus qu’une seule famille, les Sphenodontidae représenté à l’heure actuel par un seul genre, Sphenodon et une seule espèce : Sphenodon punctatus, endémique de Nouvelle-Zélande.
1.1.4. Les Sauriens[100]
Le sous-ordre des Sauriens (aussi appelé Lacertiliens) est un groupe paraphylétique d’environ 6 200 espèces dont la classification exacte n’est pas encore totalement établie. Ils possèdent sur leur corps des écailles non différenciées et souvent des plaques dermiques sur la tête. Leurs côtes sont rattachées par un sternum. Leur mue s’effectue en lambeaux et leur queue est pour la plupart autotomisable (perte volontaire de leur queue) et peut repousser bien qu’anormalement. Ce sous-ordre peut être divisé en six infra-ordres dans lesquels nous avons présenté les familles les plus importantes :
Les Dibamia :
Ne comprend qu’une seule famille, les Dibamidae qui comprennent deux genres : Anelytropsis et Dibamus. Présents en Asie du Sud et de l’Est, en Nouvelle-Guinée et au Mexique se sont des lézards fouisseurs avec des vestiges de pattes. Le genre Anelytropsis est aveugle.
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Les Diploglossa :
Se composent de quatre familles qui sont :
- Anguidae : comprend dix genres qui sont Anguis, Dopasia, Ophisaurus, Pseudopus, Abronia, Barisia, Coloptychon, Elgaria, Gerrhonotus et Mesaspis. Présents sur tous les continents, ce sont des lézards avec des pattes très réduites ou absentes, ils ont un régime alimentaire carnivore.
- Anniellidae : ne comprend qu’un seul genre Anniella. Ils sont présents en Amérique du Nord et au Mexique et sont tous dépourvus de membres.
- Diploglossidae : originaires d’Amérique, comprend trois genres que sont Celestus, Diploglossus et Ophiodes.
- Xenosauridae : ne comprend qu’un seul genre Xenosaurus, vivant en Amérique centrale.
Les Gekkota :
Aussi appelé geckos, ils sont présents dans de nombreux pays. Ce sont pour la plupart des espèces nocturnes possédant des yeux de grande taille sans paupière. Leur régime alimentaire est principalement insectivore à carnivore ils sont connus pour manger de nombreuses espèces nuisibles. On peut les classer en 7 familles dont les principales sont :
- Diplodactylidae : comprend 25 genres dont les plus courants sont Bavayia, Corellophus, Crenadactylus, Diplodactylus, Eurydactylus, Hoplodactylus, Naultinus, Oedura, Pseudothacadactylus, Rhacodactylus, Rhynchoedura et Strophurus. Ils vivent en Nouvelle-Calédonie, en Nouvelle-Zélande et en Australie. Correlophus ciliatus (gecko à crête) se retrouve de plus en plus dans le commerce.
- Eublepharidae : comprend six genres présents au nord de l’Amérique, au sud de l’Asie et en Afrique dont Aeluroscalabotes, Coleonyx, Eublepharis, Goniurosaurus, Hemitheconyx et Holodactylus. Ces geckos ont comme particularité d’avoir une paupière mobile pour protéger leurs yeux. Eublepharis macularius (geckos léopard) très courant en animalerie.
- Gekkonidae : c’est la plus large famille des geckos, présente sur tous les continents elle comprend plus de 950 espèces dans 51 genres dont les principaux sont Gekko, Hemidactylus et Phelsuma. Ils sont particulièrement agiles pour grimper grâce à leurs coussinets adhérents et sont capables de vocaliser. On y retrouve notamment les espèces Hemidactylus (gecko des maisons) Gekko gecko (gecko tokay) et Phelsuma madagascariensis (gecko de Madagascar). 33
- Pygopodidae : comprend sept genres, Aprasia, Delma, Lialis, Ophidiocephalus, Paradelma, Pletholax et Pygopus. Appelés aussi « lézards sans pattes ». Ils ont une apparence proche des serpents car n’ont pas de pattes mais un vestige de bassin. Ils se rencontrent en Australie et en Indonésie.
Les Iguania :
C’est un infra-ordre très diversifiés dans lequel les espèces qui le composent occupent de nombreux biotopes différents. Il est composé de 14 familles dont les plus importantes sont :
- Agamidae : aussi appelé agames, comprend plus de 400 espèces réparties en 56 genres dont les plus importants sont Agama, Chlamydosaurus, Physignathus, Pogona, Acanthosaura, Draco, Hydrosaurus, Saara, Uromastyx, … Ils sont présents sur tous les continents sauf en Amériques. On y retrouve Pogona vitticeps (agame barbu), Pogona henrylawsoni (agame barbu de Lawson), Chlamydosaurus kingii (lézard à collerette) et Physignathus cocincinus (dragon d’eau). On retrouve aussi le genre Draco qui comprend les lézards volants et le genre Uromastyx les lézards fouette-queue qui possèdent une queue épineuse.
- Chamaeleonidae : comprend 12 genres dont Archaius, Bradypodion, Brookesia, Calumma, Chamaeleo, Furcifer, Kinyongia, Nadzikambia, Palleon, Rhampholeon, Rieppeleon et Trioceros. Ce sont tous des espèces arboricoles, capable de changer de couleur en fonction de leur environnement ou de leur humeur, ils ont aussi des yeux indépendants et une langue protractile. Ils sont originaires d’Afrique, de Madagascar et du Sud de l’Europe et de L’Asie. On y retrouve Chamaeleo calyptratus (caméléon casqué du Yémen), Chamaeleo jacksonii (caméléon de Jackson) et Furcifer pardalis (caméléon panthère).
- Corytophanidae : comprend trois genres d’Amérique que sont Basiliscus, Corytophanes et Laemanctus. On y retrouve notamment Basiliscus sp. également appelé lézards Jésus-Christ puisqu’ils sont capables de courir sur l’eau sur une certaine distance.
- Crotaphytidae : comprend deux genres, Crotaphytus et Gambelia. Ce sont des lézards vivants dans les milieux arides d’ouest des Etats-Unis et dans le nord du Mexique, on retrouve notamment dans des élevages Crotaphytus collaris (lézard à collier).
- Dactyloidae : ne comprend qu’un seul genre Anolis. Ce sont des lézards le plus souvent arboricoles présents dans le sud de l’Amérique du nord et au Mexique, on y retrouve Anolis carolinensis (anolis vert).
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- Hoplocercidae : comprend trois genres, Enyalioides, Hoplocercus et Morunasaurus. Ils sont présents en Amérique du sud et centrale.
- Iguanidae : appelé aussi iguanes. Cette famille comprend huit genres dont Amblyrhynchus, Brachylophus, Conolophus, Ctenosaura, Cyclura, Dipsosaurus, Iguana et Sauromalus. Ils sont originaires d’Amérique et d’Océanie. On y retrouve Iguana iguana (iguane vert) très communs dans les animaleries.
- Phrynosomatidae : comprend neuf genres d’Amérique du nord, Callisaurus, Cophosaurus, Holbrookia, Petrosaurus, Phrynosoma, Sceloporus, Uma, Urosaurus et Uta. On y retrouve Phrynosoma sp. (Lézards à cornes).
Les Platynota :
Cet infra-ordre est composé de quatre familles :
- Helodermatidae : comprend uniquement le genre Heloderma. Ce sont des lézards venimeux qui vivent en zones semi-aride du sud des Etats-Unis, au Mexique et au Guatemala.
- Lanthanotidae : comprend uniquement le genre Lanthanotus, endémique de Bornéo.
- Shinisauridae : comprend uniquement le genre Shinisaurus. On y retrouve un seul représentant du genre, Shinisaurus crocodilurus (lézard crocodile), vivant en Chine et au Vietnam.
- Varanidae : comprend uniquement le genre Varanus. Ce sont parmi les plus grands lézards du monde, ils possèdent une langue bifide associé à un organe de Jacobson très développé pour chasser. On y retrouve notamment Varanus komodoensis (dragon de Komodo), Varanus exanthematicus (varan des savanes), Varanus griseus (varan du désert) et Varanus tristis (varan moucheté).
Les Scincomorpha :
Cet infra-ordre est divisé en sept familles distinctes :
- Cordylidae : comprend dix genres qui sont Chamaesaura, Cordylus, Hemicordylus, Karusasaurus, Namazonurus, Ninurta, Ouroborus, Platysaurus, Pseudocordylus et Smaug. Ce sont des lézards avec des écailles épineuses vivant en Afrique subsaharienne.
- Gerrhosauridae : comprend sept genres qui sont Broaddleysaurus, Cordylosaurus, Gerrhosaurus, Matobosaurus, Tetradactylus, Tracheloptychus et Zonosaurus. 35
Ce sont des lézards pour la plupart fouisseurs et que l’on peut trouver dans le commerce tels que Gerrhosaurus sp. et Platysaurus sp. (Lézard plat des rochers).
- Gymnophthalmidae : comprend 47 genres dont les plus importants sont Alopoglossus, Anadia, Bachia, Cercosaura, Euspondylus, Loxopholis, Ophiognomon, Potamites, Proctoporus, Ptychoglossus et Riama. Les lézards de cette famille vivent en Afrique subsaharienne et ont la particularité d’être de si petite taille (inférieur à 10 cm) que certains paraissent presque transparents lorsqu’on les regarde à l’œil nu. Ils peuvent également avoir leurs paupières transparentes.
- Lacertidae : comprend 42 genres sur les continents d’Afrique, d’Europe et d’Asie dont les plus importants sont Acanthodactylus, Eremias, Mesalina, Darevskia, Lacerta, Podarcis et Takydromus. Ce sont tous des espèces diurnes très agiles. On retrouve les communs Lacerta viridis (lézard vert) et Lacerta muralis (lézard des murailles) présent à l’état naturel en France.
- Scincidae : aussi appelé scinque, comprend 125 genres dont les plus courants sont Eumeces, Mabuya et Tiliqua. Présents sur tous les continents c’est la plus grande famille des sauriens et la deuxième plus grande des squamates. On y trouve Tiliqua scincoides (scinque à langue bleu), Eumeces schneideri (scinque de Schneideri) et Mabuya quiquetaeniata (scinque à cinq lignes).
- Teiidae : comprend 18 genres dont les plus importants sont Ameiva, Aspidoscelis, Cnemidophorus, Dracaena, Holocosus, Pholidoscelis, Salvator et Tupinambis. Ce sont des lézards terrestres d’Amérique et d’Argentine qui possèdent une langue fourchue et des écailles céphaliques non soudées aux os du crâne. On retrouve Salvator merianae (téju géant d’Argentine), Tupinambis nigropunctatus (téju jaune) et Tupinambis rufescens (téju jaune).
- Xantusiidae : comprend trois genres, Cricosaura, Lepidophyma et Xantusia. Ils vivent au sud de l’Amérique du nord et en Amérique centrale.
1.1.5. Les Ophidiens[100]
Le sous-ordre des Ophidiens représente les serpents, avec plus de 2900 espèces dont environ 300 sont dangereuses pour l’homme. Chez les serpents la mue s’effectue globalement et non en petits lambeaux. Ils ne possèdent pas de pattes ni de bassin sauf certaines familles qui possèdent un vestige de ceinture pelvienne et de membres postérieurs. Ils ont un squelette axial avec de très nombreuses vertèbres et de côtes qui ne sont pas reliées par un sternum. Leurs os de la tête sont reliés par des ligaments lâches et les deux demi-mandibules ne sont pas soudées ce qui leur permet d’avaler des proies de très grande taille. Leur taxonomie récente n’étant pas encore parfaitement déterminée nous présenterons ici seulement les familles les plus importantes. 36
Les Viperidae :
Cette famille comprend la plus grande majorité des serpents venimeux. Les serpents venimeux possèdent de longs crochets mobiles et creusés par lesquels peut arriver le venin issu d’une glande lors d’une morsure ou par projection pour certains. Il comprend 38 genres répartis dans trois sous-familles que sont :
- Les Azemiopinae avec un seul genre Azemiops dont les espèces se rencontrent en Chine, au Vietnam et en Birmanie.
- Les Viperinae avec 13 genres dont Atheris, Causus, Bitis, Cerastes, Daboia, Echis, Eristicophis, Macrovipera, Montatheris, Montivipera, Proatheris, Pseudocerastes, Vipera. Ils vivent en Afrique, en Europe et en Asie. On retrouve dans cette sous-famille Bitis gabonica (vipère du Gabon) et Vipera aspis (vipère aspic).
- Les Crotalinae avec 24 genres en Amérique et en Asie dont Agkistrodon, Atropoides, Bothriechis, Bothriopsis, Bothrocophia, Bothropoides, Bothrops, Calloselasma, Cerrophidion, Crotalus, Deinagkistrodon, Garthius, Gloydius, Hypnake, Lachesis, Mixcoatlus, Ophryacus, Ovophis, Porthidium, Protobothrops, Rhinocerophis, Sistrurus, Trimeresurus, Tropidolaemus. Les Crotalinae possèdent en plus des organes thermorécepteurs sur la face. On retrouve Crotalus atrox (crotale du Texas).
Les Elapidae :
Cette famille contient uniquement des serpents venimeux dont certains estimés comme les plus dangereux du monde, ils possèdent également des crochets, courts, dans la mâchoire supérieure mais ne peuvent inoculer leur poison que lors d’une morsure. Ce sont des serpents pour la plupart terrestres avec quelques espèces arboricoles. Ils sont représentés par 56 genres parfois répartis en trois ou quatre sous-familles selon les classifications :
- Elapidae : comprend 47 genres dont certains des plus importants sont : Acanthophis, Bungarus, Calliophis, Dendroaspis, Leptomicrurus, Maticora, Micruroides, Micrurus, Naja, Notechis, Ophiophagus, Oxyuranus, Pseudonaja, Pseudechis, Tropidechis, … On y retrouve Ophiophagus hannah (cobras royal), Dendroapsis polylepsis (mamba noir), Micrurus nigrocinctus (serpent corail), Oxyuranus microlepidotus (taïpan du desert) considéré comme le serpent terrestre le plus venimeux et Enhydrina schistosa (serpent marin à bec) considéré comme le serpent marin le plus dangereux.
- Hydrophiinae : comprend 8 genres dont Aipysurus, Emydocephalus, Ephalophis, Hydrelaps, Hydrophis, Kolpophis, Parahydrophis, Thalassophis.
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Ce sont des serpents exclusivement marins, présent dans l’océan Indien et Pacifique, qui possèdent des queues en forme de rame leur permettant de se mouvoir dans l’eau, le reste du corps à l’apparence d’une anguille.
- Laticaudinae : ne comprend qu’un seul genre, Laticauda. Ce sont des serpents venimeux marins parfois appelé « tricot rayé » présent dans l’océan Indien et Pacifique.
Les Colubridae :
Cette famille comprend le plus grand nombre d’espèces de serpent (environ 60% des espèces) dont beaucoup sont inoffensives. Quelques-uns sont venimeux et possèdent une dentition particulière nommée opistoglyphe, avec une à trois dents creusées et fixées dans la partie postérieure de leur mâchoire. Elle peut se diviser en quatre sous-familles :
- Calamariinae : comprend sept genres en Asie dont Calamaria, Calamorhabdium, Collorhabdium, Etheridgeum, Macroalamus, Pseudorabdion et Rabdion.
- Colubrinae : comprend 100 genres présents sur tous les continents dont les plus importants sont Elaphe, Lampropeltis, Leptophis, Mastigodryas, Oligodon, Orthriophis, Pantherophis, … On y retrouve parmi les plus connus Pantherophis guttata (serpent des blés), Elaphe obsoleta (serpent ratier noir), Lampropeltis getulus (serpent roi), Lampropeltis triangulum (serpent faux-corail) et Orthriophis taeniurus (serpent ratier).
- Grayiinae : ne comprend qu’un seul genre Grayia en Afrique.
- Sibynophiinae : comprend deux genres dont Scaphiodontophis et Sibynophis en Asie et en Amérique.
- Dipsadinae : comprend 96 genre dont un des plus connus Heterodon avec Heterodon nasicus (couleuvre à groin). Cette sous-famille est présentée ici mais ce n’est pas toujours le cas selon les classifications utilisées.
Les Boidae :
C’est une famille de serpents au régime carnivore, non venimeux et décris comme constricteurs c’est-à-dire qu’ils tuent leurs proies en les entourant et en les serrant et non grâce à du venin. Ils sont ovivipares et certains font partis des plus grands serpents du monde. On peut les classer en trois sous-familles :
- Boinae : comprend huit genres dont Acrantophis, Boa, Candoia, Chilabothrus, Corallus, Epicrates, Eunectes et Sanzinia. Présent sur tous les continents on y trouve Eunectes sp. (Anaconda) et Boa constrictor (Boa constricteur). 38
- Erycinae : comprend quatre genres dont Calabaria, Charina, Eryx et Lichanura. Ils sont présents en Amérique, en Afrique et en Inde.
- Ungaliophiinae : comprend deux genres dont Exiliboa et Ungaliophis au Mexique et en Colombie.
Les Aniliidae :
Cette famille ne comprend qu’une seule espèce d’Amérique du sud : Anilius scytale (serpent rouleau), sa couleur avec une alternance de rouleaux rouges et noir le fait aussi ressembler au serpent corail.
Les Pythonidae :
Cette famille de serpents constricteurs peut aussi être comprise comme sous-famille dans la famille des Boidae. Ils sont ovipares et possèdent aussi, pour la grande majorité, des fossettes thermosensibles labiales. Présents en Asie de l’Est, en Inde, en Afrique et en Océanie cette famille comprend neuf genres dont les genres Antaresia, Aspidites, Bothrochilus, Leiopython, Liasis, Malayopython, Morelia, Python et Simalia. On y retrouve Morelia viridis (python arboricole vert), Python bivittatus (python birman), Python molurus (python molure), Python regius (python royal), Python curtus brongersmai (Python curtus) et Malayopython reticulatus (python réticulé). Ce sont des serpents très présents dans les parcs zoologiques et également dans certains cirques.
Les Typhlopidae :
Ils sont aussi désignés sous le nom de « serpents aveugles », ils semblent être la famille de serpent la plus répandue dans le monde, présent partout sauf en Europe et vivant principalement dans les racines des plantes cultivées. Leur maxillaire, très mobile, porte des dents alors que leur mandibule n’en possède pas. Ils se nourrissent principalement de petits invertébrés. Cette famille comprend environ 16 genres dont Afrotyphlops, Grypotyphlops, Letheobia, Rhinotyphlops, Acutotyphlops, Anilios, Argyrophis, Cyclotyphlops, Indotyphlops, Malayotyphlops, Rhamphotyphlops, Xerotyphlops, Lemuriatyphlops, Madatyphlops, Amerotyphlops et Typhlops. On y retrouve Rhamphlotyphlops braminus (serpent des pots de fleurs).
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1.2. Législation[8,59,62,70,74,93,94]
On peut distinguer deux définitions pour décrire le statut d’un animal vis-à-vis de sa détention par l’homme :
- Animal de compagnie : « tout animal détenu ou destiné à être détenu par l’homme, notamment dans son foyer, pour son agrément et en tant que compagnon »[93] défini par la Convention européenne du 13 novembre 1987.
- Animal domestique : « espèces qui ont fait l’objet d’une pression de sélection continue et constante, permettant la formation d’un groupe d’animaux qui a acquis des caractères stables, génétiquement héritables »[93] définie par l’article R.211-5 du code rural.
1.2.1. Détention[93]
a) Arrêté du 10 août 2004 : Annexe 1, 2 et Annexe A
La liste des espèces considérées comme « domestiques » est présentée en annexe de l’arrêté du 11 août 2006. On peut les détenir chez soi librement. Toutes les espèces ne faisant pas partie de cette liste sont considérées comme « non domestiques » et leur détention est réglementée. Tous les reptiles sauvages en France sont ainsi considérés comme « non domestiques ».
L’arrêté du 10 août 2004 (modifié par l’arrêté du 30 juillet 2010) donne alors deux listes d’espèces non domestiques :
- Liste de l’Annexe 1 : Animaux non domestiques qui peuvent être détenus avec une autorisation préfectorale et dont le marquage est obligatoire dans un élevage d’agrément.
- Liste de l’Annexe 2 : Animaux protégés car ont des besoins particuliers pour leur élevage ou représentent un risque pour l’homme ou pour l’environnement. Leur détention n’est pas possible dans un élevage d’agrément mais possible avec dérogation dans un établissement d’élevage ou de présentation au public. Ce sont toutes les espèces de l’annexe A du règlement de la Communauté Européenne. Ainsi que les espèces définies comme dangereuses par l’arrêté du 21 novembre 1997 (Boïdés de taille supérieur ou égale à 3 mètres ; Elapidés ; Vipéridés ; Tortues aquatiques dont le bec peut s’ouvrir de plus de 4cm ; Varans dont la taille adulte est supérieure ou égale à 2m ; Crocodiliens…)
D’après l’arrêté du 10 aout 2004, un élevage d’agrément est défini dès la possession d’un seul reptile (hors ceux de l’annexe 2 de cet arrêté), sans but lucratif et sans dépasser les quotas fixés par l’annexe A de cet arrêté.
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Annexe A : quotas pour la possession libre de reptiles (hors annexe 2) : trois Boa constrictor ; 25 reptiles (dont : serpents de moins de 1,50 mètres / lézards de moins de 1 mètres / tortues de moins de 40 cm) ; sinon dix reptiles au maximum.
Ainsi un élevage d’agrément d’espèces non domestiques qui ne sont pas en annexe 1 ou 2 et dont les quotas sont inférieurs à ceux de l’annexe A de cet arrêté, ne nécessitent pas d’autorisations particulières (par exemple un particulier qui achète un seul Pogona dans une animalerie). Pour les autres il faut un certificat de capacité.
b) Certificat de capacité
Le certificat de capacité est un document, incessible, personnel et donné par le préfet du département de la personne concernée. Il rend compte d’une décision individuelle de l’administration de reconnaitre la compétence d’une personne pour s’occuper et élever un animal d’espèce non domestique. Il peut être nécessaire lorsque l’on veut détenir, faire un élevage à but lucratif, transporter ou encore exposer certaines espèces non domestiques.
Le but de ce certificat est de garantir le bien-être de l’animal et sa sécurité ainsi que celle de la personne à charge. Vont alors être évalués la motivation et le curriculum vitae de la personne ainsi que les conditions de vie, les soins et l’alimentation dont va bénéficier l’animal concerné. Il est régi par plusieurs articles du code de l’environnement et des contrôles peuvent avoir lieux par des services vétérinaires ou des douanes.
1.2.2. Elevage/reproduction : Articles L.213-1 et L213-50 du code rural[93]
Les établissements qui prétendent à l’élevage, la vente ou la présentation public d’animaux d’espèces non domestiques sont soumis à la réglementation des articles L.213-1 et L213-50 du code rural. Deux réglementations sont concernées, le certificat de capacité et l’autorisation préfectorale d’ouverture.
Le certificat de capacité peut concerner un groupe d’espèces donnés et est attribué à au moins une des personnes présentes régulièrement dans l’établissement et qui est à charge ou responsable de l’entretien des animaux. Il devient nécessaire si l’élevage est à but lucratif, si son quota dépasse celui fixé par l’annexe A de l’arrêté du 10 aout 2004 ou encore si une des espèces présente appartient à l’annexe 2 de cet arrêté.
1.2.3. Commercialisation
1.2.3.1. Législation internationale : Convention de Washington
Concernant le commerce d’animaux vivants ou mort et de plantes, il existe une législation internationale nommée Convention de Washington ou CITES (Convention on International Trade in Endangered Species of wild fauna and flora). C’est un accord qui fut signé à Washington le trois mars 1973 par 80 pays à l’époque, la France n’en a fait partie qu’un 41
1978. Aujourd’hui 183 pays sont signataires. L’objectif de cette convention est de limiter au maximum que le commerce d’animaux et de plantes sauvages ne mettent en danger les espèces concernées. Actuellement plus de 5 600 espèces animales et plus de 30 000 espèces végétales sont incluses dans cette convention avec un classement en trois annexes[94].
a) Annexe I
Espèces qui sont en voie d’extinction. Le commerce international de ces espèces est strictement interdit. Il peut exister des dérogations lorsque le prélèvement de ces espèces est réalisé dans un cadre scientifique pour la recherche ou dans un cadre militaire. C’est aussi le cas pour les animaux de ces espèces qui auraient été élevés dans un élevage agréé.
Par exemple les tortues marines et certains crocodiles sont concernés par cette annexe.
b) Annexe II
Espèces protégées dont le commerce pourrait devenir responsable de leur extinction s’il devient trop intensif. Le commerce de ces animaux est autorisé mais très réglementé avec l’établissement de quota par an et par pays à respecter. Lorsque des élevages sont autorisés ils doivent replacer dans la nature un certain nombre d’individus afin d’aider à préserver l’espèce.
On retrouve par exemple les varans (sauf ceux déjà inscrits à l’annexe I).
c) Annexe III
Espèces qui sont alors protégée dans une zone géographique précise. Les pays de cette zone sont alors concernés et sollicités pour limiter une exploitation illégale ou une surexploitation de ces espèces.
On y trouve par exemple le serpent corail (Micrurus nigrocinctus).
d) Application
A titre d’exemple, le commerce d’une espèce de l’annexe II ou de l’annexe III au sein de pays européens ne sera possible qu’après obtention d’un permis d’exportation délivré par le pays d’origine et qui sera valable six mois et un permis d’importation délivré par le pays de destination. Les animaux de l’annexe I nés dans un élevage agréé et autorisé sont soumis à la réglementation de l’annexe II.
1.2.3.2. Législation européenne : CE
Au niveau européen il a été décidé de créer un règlement interne plus stricte encore que la Convention de Washington. Le 1er juin 1997 le règlement CE n°338/97 est mis en place et a subi de nombreuses modifications depuis dont la dernière en date est le règlement CE n°160/2017 du 4 février 2017.
42
Ce règlement reprend les espèces de la Convention de Washington et d’autres espèces considérées comme dangereuses pour les autres espèces. Quatre annexes vont les classer.
a) Annexe A
Inclut les espèces de l’annexe I de la Convention de Washington, quelques espèces de l’annexe II et III plus d’autres espèces qui ne s’y trouvent pas.
L’importation dans un pays membre de l’UE (Union Européenne) est interdite sauf dans un cadre scientifique et nécessite un permis d’exportation fournis par le pays d’origine et un permis d’importation fournis par le pays membre de l’UE. La circulation entre pays membres est libre lorsqu’elle est à des fins non commerciales sauf lorsque les animaux ont été prélevés dans la nature. La circulation entre pays membre à des fins commerciales est possible mais nécessite une autorisation. Les propriétaires d’animaux de l’annexe A doivent pouvoir fournir à tout moment la preuve de l’origine de leur animal.
Exemples avec les tortues d’Hermann (Testudo hermanni) et les tortues grecques (Testudo graeca).
b) Annexe B
Inclut les espèces de l’annexe II (excepté celles qui se trouvent déjà en annexe A), certaines espèces de l’annexe III ainsi que d’autres espèces non présentes dans la Convention de Washington. Les espèces rajoutées par rapport à la CITES sont principalement des espèces qui ont été estimées comme une menace écologique. L’exemple le plus parlant est celui de la tortue de Floride (Trachemys scripta elegans).
L’importation dans un pays de l’Union Européenne nécessite les mêmes permis que dans les annexes de la CITES auxquels appartiennent les espèces concernées. Le commerce au sein des pays de l’Europe est aussi libre mais le propriétaire de l’animal doit posséder un justificatif qui prouve l’origine légale de son animal (numéros de CITES ou attestation de naissance dans un élevage autorisé).
c) Annexe C
Inclut les espèces de l’annexe III de la Convention de Washington (exceptées celles qui sont déjà en annexe A ou B) ainsi que d’autres espèces.
L’importation dans un pays de l’UE nécessite la présentation d’un permis d’exportation ou alors d’un certificat d’origine fournis par le pays d’origine de l’animal. Le commerce entre les pays de l’Union Européenne est libre.
43
d) Annexe D
L’annexe D inclut les espèces de l’annexe III de la Convention de Washington (exceptées celles qui sont déjà en annexe A, B ou C) ainsi que certaines espèces qui n’y figurent pas mais dont l’importation en Europe est suffisamment conséquente pour nécessiter une surveillance.
L’importation dans un pays de l’UE est libre mais une notification d’importation doit être rédigée par les douanes à la frontière. Le commerce entre les pays de l’Union Européenne est libre.
1.2.3.3. Législation française
La France est soumise aux directives européennes concernant le commerce de reptiles mais il existe aussi quelques réglementations propres au pays notamment pour encadrer le cas des départements d’outre-mer :
a) Loi du 10 juillet 1976 et arrêté du 24 avril 1979
Cette loi (n°76-629) ainsi que l’arrêté de 1979, qui ont été modifié par l’arrêté du 22 juillet 1993, protègent les reptiles du territoire français métropolitain (par exemple la tortue d’Hermann) en interdisant leur prélèvement dans la nature et leur commerce, sauf s’ils sont nés en captivité.
b) Arrêté de Guyane
Il a été rédigé en 1986 pour stopper les captures abusives d’animaux appartenant à la faune guyanaise, il se divise en trois articles :
- Article 1 : interdit la capture, le prélèvement d’œufs, la destruction, la vente et le transport des espèces qui sont concernées par cet article sur le territoire français.
- Article 2 : autorise uniquement le transport ou le déplacement et seulement sur le territoire de Guyane des espèces concernées par cet article.
- Article 3 : autorise le commerce de certaines espèces uniquement sur le territoire français sauf en Guyane et à condition que l’origine de ces animaux soit légale.
c) Arrêtés de Guadeloupe et de Martinique
Appliqué en 1989, ils sont semblables aux arrêtés précédents, ils concernent notamment l’iguane vert (Iguana iguana).
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d) Arrêté du 17 juillet 1991
Il interdit la capture, la destruction ou la vente de certaines espèces de tortues. Exemples : tortue luth (Dermochelys coriacea), tortue caouanne (Caretta caretta), tortue olivâtre (Lepidochelys olivacea), tortue de Ridley (Lepidochelys kempii), tortue verte (Chelonia mydas) et tortue à écailles (Dermochelys imbricata).
1.3. Origine des reptiles détenus en France[6,74,93,94,97]
Nous allons ici présenter un aperçue des différentes origines possibles des reptiles qu’un particulier peut acheter, qu’un parc zoologique peut posséder ou qu’un vétérinaire peut voir en consultation. Les reptiles qui vivent en captivité ont deux origines possibles, soit ils sont nés en captivité (de manière légale ou non) dans un élevage amateur ou professionnel sur le territoire français ou à l’étranger, soit ils sont issus d’un prélèvement (légal ou non) dans la nature. Nous rappelons que tous les reptiles du territoire français sont protégés par la loi du 10 juillet 1976 et qu’il est interdit de les prélever à l’état naturel. Avec l’explosion de la demande de reptiles auxquels les éleveurs peuvent difficilement répondre et la méconnaissance des lois concernant le commerce et la détention de reptiles beaucoup de personnes possèdent des reptiles en toute illégalité[20].
Concernant les serpents il a été estimé par le WWF qu’en 1995 plus de 95% des serpents commercialisés dans le monde étaient issus de prélèvements dans la nature. Il est difficile de trouver des chiffres en France mais entre 1977 et 1983 plus de 246 000 serpents vivants issus de prélèvements ont été importés aux USA[6]. Avec le développement au cours des dernières décennies des professionnels de l’élevage du reptile, on peut espérer que le nombre de reptile prélevés dans la nature tend à décroitre.
1.4. Profils des détenteurs et manipulateurs de reptiles[8,18,62,74,97]
Dans cette partie seront abordés principalement les différents types de manipulateurs de reptiles, montrant ainsi les spécificités et le type d’interaction que ces personnes ont avec les animaux en fonction de leur profession.
1.4.1. Soigneurs en parcs zoologiques[49]
Les reptiles ont toujours eu une place dans les zoos, faisant partie de ces espèces exotiques que l’on n’a pas forcement chez soi et que l’on côtoie rarement en particulier quand il s’agit des fameux anacondas (Eunectes murinus) ou encore de pythons de très grande taille comme les pythons molures (Python molurus). Leur maintien en captivité nécessite toutefois des vivariums de taille conséquente, avec des bassins assez grands pour qu’ils puissent s’y plonger entièrement ainsi que des cachettes également de tailles adaptées pour reproduire leur milieu naturel.
En parcs zoologiques, les soigneurs assurent le nettoyage quotidiennement des vivariums ce qui les oblige alors à entrer entièrement dans leur « enclos » pour aller y ramasser
45 les déjections et débris de nourritures. Ils assurent également la manipulation et la contention des animaux lors des soins vétérinaires. Il faut être prudent car certaines espèces, comme celles citées précédemment, gardent un comportement sauvage vis-à-vis de l’homme et peuvent être responsables de blessures physiques très graves voire mortelles. Rappelons-le certains de ces reptiles ont un régime strictement carnivore et peuvent peser plus de 200 kg.
L’approche des soigneurs de parcs zoologiques avec les reptiles est particulière en plusieurs points, ils doivent avoir une excellente connaissance du comportement général de l’espèce et de l’individu en particulier. Ils doivent être capables de garder le contrôle, rester attentifs et concentrés à tout moment au risque de se fait surprendre ou de se faire mordre. Les comportements des animaux, leurs dentitions et ou l’inoculation possible de venin impliquent la mise en œuvre rapide de procédures spécifiques à chaque situation.
Une des interactions les plus dangereuse mais de plus en plus nécessaire en parc zoologique est l’entrainement médical, cela consiste à habituer dresser l’animal à effectuer des tâches simples, comme rentrer dans une cage de contention, pour pouvoir effectuer des soins comme des injections ou des prélèvements.
1.4.2. Eleveurs[62]
On trouve de plus en plus d’élevages de reptiles en France et en Europe, c’est une mode qui s’est importée des Etats-Unis principalement avec l’explosion de l’offre de reptiles de compagnies faciles à entretenir ou décoratifs. On peut désormais trouver des reptiles dans des animaleries de grandes enseignes ou encore dans des animaleries spécialisées dans l’élevage et le commerce de reptiles exclusivement. Les sites de vente en ligne se multiplient également ainsi que les petits élevages amateurs.
Ces reptiles représentent une source de revenu pour les personnes concernées, une attention toute particulière est donc portée à leur santé. Des mesures hygiéniques, telles que le nettoyage régulier des vivariums, sont omniprésentes afin de garantir leur bienêtre et d’éviter des frais vétérinaires supplémentaires. Les personnes à charge de l’élevage ont de bonnes connaissances et sont à priori capable de proposer à leurs animaux un environnement et une nourriture adaptée. En revanche par souci économique, les vivariums ou cages de ces animaux sont souvent de taille réduite afin d’optimiser l’espace d’élevage et de réduire les coûts d’entretien. Les interactions avec les animaux sont quotidiennes mais, par faute de temps, souvent limitées au nourrissage, nettoyage et éventuellement manipulations pour présenter l’animal au client. Les éleveurs vont interagir avec de très nombreux individus différents dans la même journée.
1.4.3. Particuliers
Il s’agit de particuliers possesseurs curieux ou passionnés qui se limitent à un, deux ou trois animaux souvent et n’en font pas commerce. Les reptiles trouvent de plus en plus leur place dans les foyers en France avec un nombre totale de reptiles possédés par des particuliers estimé aujourd’hui à environ deux millions[97,99]. Ce chiffre est en probable augmentation du fait de l’intensification de l’offre (présence plus forte dans la plupart des animaleries, 46 développement de professionnels de l’élevage de reptile). Les espèces que l’on retrouve le plus souvent chez des particuliers sont les petits lézards (pogona, gecko) et ceux de plus grande taille (iguane, dragon d’eau) ainsi que les tortues de terre (grecque, Herman, tortue des Steppes) et les tortues d’eau (tortue de Floride). L’acquisition d’un reptile implique l’achat d’un matériel spécifique souvent onéreux pour l’hébergement de ces animaux dans des conditions adéquates.
Concernant l’interaction avec son reptile elle est très subjective, certains ne parlent des reptiles que comme animal « décoratif » comme avec un aquarium, d’autres ont des contacts plus réguliers avec leur animal. Beaucoup d’espèces se laissent aisément manipuler, le pogona et le scinque sont deux bons exemples, ils peuvent supporter une sortie quotidienne avec leur propriétaire bien qu’il soit peut-être difficile de pouvoir évaluer le stress chez ces animaux. Les tortues de terre sont souvent aussi très facilement manipulables sans risquer une morsure ou une blessure physique.
Figure 2: Caméléon casqué (Chamaeleo calyptratus) agressif envers son propriétaire (photographie personnelle)
1.4.4. Vétérinaires[18,62,96]
Parmi les milliers de vétérinaires pratiquants en France, peu sont encore disposés à vouloir s’occuper de NAC et encore moins de reptiles. La médecine des reptiles étant considérée comme une médecine très spécialisée compte tenu du faible nombre d’individus détenus et des particularités physiologiques de ce groupe zoologique. Le temps consacré à l’enseignement de cette discipline en école vétérinaire reste limité du fait du caractère exceptionnel des consultations de reptiles si on les compare aux autres chiens, chats, chevaux et ruminants. De plus leur hospitalisation nécessite aussi un investissement important pour le vétérinaire (salle chauffée, lampes UV adaptées…).
Il est important pour la consultation d’avoir une bonne connaissance de la règlementation concernant la détention (beaucoup de reptiles sont détenu illégalement souvent sans même que le propriétaire en ait conscience) et de la reconnaissance d’espèces, certaines étant venimeuses.
47
Plusieurs spécialistes vétérinaires peuvent être confrontés à des reptiles, il y les vétérinaires praticiens en clinique, ils vont être en contact avec un grand nombre de ces animaux malades ou sains. Il y a les vétérinaires de parcs zoologiques, les reptiles ne sont pas toujours leur spécialité si le parc est diversifié et ils ne vont pas avoir à les manipuler tous les jours. Enfin on a aussi les vétérinaires de contrôle aux frontières, ils ont pour mission de reconnaitre et identifier les espèces présentes et faire une évaluation globale de leur état de santé ce qui peut être dangereux si ce sont des espèces sauvages prélevées dans la nature.
1.5. Risques associés à la détention et à la manipulation de reptiles[8,18,20,47,97]
La détention d’un animal représente un risque pour le détenteur car son comportement n’est jamais totalement prédictible et la plupart possèdent encore des « armes » naturelles pouvant infliger des blessures physiques parfois graves.
La présence de griffes qui leur servent à attraper des proies ou grimper sur différentes surfaces sont un danger potentiel pour le propriétaire. Les griffes des reptiles ne sont pas rétractibles et peuvent être très grandes comme chez les iguanes verts (plus de 4 cm !). Elles sont susceptibles d’infliger de très graves blessures, involontaires ou volontaire si l’animal a peur ou devient agressif.
Une autre blessure courante est la morsure, certaines espèces n’ont pas de dents (tortues terrestres) mais on un bec et s’en servent par exemple pour découper les végétaux dont elles se nourrissent. Le bac des tortues peut être très tranchant et les individus de grande taille sont dotés d’une importante force dans leurs mâchoires. Les espèces de reptiles carnivores ou insectivores possèdes souvent des dents qui peuvent infliger des blessures supplémentaires. Les dents des serpents sont orientées vers l’arrière de leur mâchoire afin d’éviter que la proie puisse s’enfuir et de faciliter sa déglutition. Lors d’une morsure par un serpent il est déconseillé d’essayer de retirer l’animal car les dents vont trancher la chaire sur leur passage. Il faut saisir la tête de l’animal et essayer de lui ouvrir la gueule pour détacher les dents. Certaines tortues aquatiques qui ont un régime carnivore peuvent être très agressives et sont capables de retourner leur tête en arrière de 180° pour mordre, il faut les saisir par l’arrière ou par la queue le plus loin possible de la tête.
Une précaution particulière doit être prise avec les serpents car certaines espèces sont dites « constrictor » c’est-à-dire qu’elles étouffent leurs proies en les serrant avec tous leur corps. Il ne faut donc jamais laisser un serpent constricteur s’enrouler autour de son cou. La contention des espèces de grandes tailles (supérieur à 2m) se fait toujours à raison d’une personne supplémentaire par mètre de serpent.
Un autre danger est le risque d’envenimation. En effet un peu moins de 300 espèces de serpents dans le monde sont venimeuses mais seules quelques-unes sont vraiment mortelles pour l’homme. En France la quasi-totalité des envenimations par morsures de serpents sont causées par des vipères sauvages (Vipera aspis et Vipera berus) avec environ 2300 morsures
48 par an[8]. Les reptiles venimeux sont les serpents de la famille des Colubridae, des Elapidae, des Viperidae (comprend la majorité des serpents venimeux), des Acrochordidae, ainsi que des lézards (du genre Heloderma ou Varanus). Le venin des serpents peut contenir des hydrolases, des oxydoréductases, des transférases ou des lyases. Ce venin peut aussi contenir des toxines comme des neurotoxines (causant des paralysies par exemple), des cardiotoxines (peuvent provoquer un arrêt cardiaque), des myotoxines (provoquent la dégénérescence musculaire) ou des hémorragines (provoquent des hémorragies très importantes).
Enfin il existe un autre risque qui est le risque de transmission d’un agent pathogène à l’homme. Cette transmission peut se faire de manière volontaire lors d’une blessure physique par l’animal mais aussi de manière accidentelle par exemple par simple contact ou par transmission orale chez un enfant par l’intermédiaire d’élément de l’environnement qui auront été contaminés par le reptile. La partie suivante de ce travail est ainsi consacrée à ces maladies transmissibles du reptile à l’homme rassemblées sous le nom de zoonoses.
2. Les zoonoses transmises par les reptiles
2.1. Définition[10,73]
Les zoonoses sont les maladies et infections communes à l'homme et à l'animal mais également transmissibles de l'animal vertébré à l'homme dans les conditions naturelles. Une définition a été donnée par l’OMS en 1957 :
« Maladie et infection [+infestation] transmise naturellement des animaux vertébrés à l'homme [et vice-versa] ». On ajoute ici aussi la notion « d’infestation » qui correspond à une entrée de l’agent pathogène dans l’hôte mais sans multiplication (exemple : certains Helminthes).De même la notion de « vice-versa » n’est pas systématique, certains hôtes humains vont seulement servir de cul de sac épidémiologiques, on parlera tous de même de zoonose dans ce cas.
Savey & Dufour (2004) ont ainsi proposé une nouvelle définition des zoonoses en prenant en compte les dernières connaissances à ce sujet : « Maladies, infections ou infestations provoquées par des agents transmissibles (bactéries, virus, parasites ou prions) se développant au moins chez deux espèces de vertébrés dont l’homme ».
Les agents responsables de zoonoses peuvent donc être des bactéries, des virus, des parasites ou des prions.
2.2. Importance[20,50,61,73]
Selon certaines études récentes parmi les 1400 agents pathogènes pour l’homme identifiés, environ 60% sont potentiellement zoonotiques et plus de 70% des maladies émergentes ou réémergentes de ces dix dernières années sont des zoonoses[73]. Il est donc important de considérer chaque animal avec lequel on peut avoir un contact comme une source 49 potentielle de maladie. Il n’y malheureusement pas de chiffres précis concernant spécifiquement le nombre de zoonoses causées par des reptiles en France ou dans le monde. Compte-tenu du nombre croissant de reptiles détenus en et sachant que certains de ces animaux sont encore issus d’un prélèvement dans la nature, le risque de transmission d’agent pathogènes des reptiles à l’homme ne doit pas être sous-estimé.
A titre d’exemples il est estimé qu’environ 6% des salmonellose dans le monde sont causées par des reptiles[60]. Les cas de salmonelloses ont décuplé aux États-Unis entre 1965 et 1975 avec l’augmentation du nombre de tortues présentes dans les foyers (environ 4.2% des foyers en 1971 aux USA) avec une prévalence plus élevée chez les jeunes enfants de moins de dix ans. Environ 14% du nombre totale de salmonelloses en 1971 aux USA étaient associées à des tortues[50]. Un autre exemple remarquable est l’épidémie qui a touché plusieurs dizaines d’enfants dans Jefferson County dans le Colorado en 1996. Le seul lien entre ces enfants était qu’ils avaient tous visité le Jardin Zoologique de Denver quelques jours auparavant. L’enquête sanitaire a permis de mettre en évidence la présence de salmonelles infectieuses sur les barrières qui entouraient l’enclos des dragons de Komodo[50].
2.3. Principales zoonoses transmises par les reptiles
2.3.1. Liste des principales zoonoses transmissent par les reptiles et modalités de transmission
Les Tableaux I et II présentés ici listent les principales zoonoses transmises par les reptiles connues. Ces tableaux indiquent également l’importance de la maladie pour un groupe d’espèce en fonction du nombre de cas humains rapportés et de leur gravité.
50
Tableau I : Listes des principales zoonoses bactériennes abordées et leur importance (X : peu important / XX : moyennement important / XXX : très important / () : suspecté)
Catégorie Voies de Chez Chez Chez les Chez les d'agent Maladie transmission les les serpents crocodiliens pathogéne principales lézards tortues
Aeromonose Contact direct XX XX XX XX (Aeromonas spp. ) Campylobactériose Cycle orofécale XX XX XX XX (Campylobacter sp. )
Fièvre Q Aérosols XX X X X (Coxiella burnetii ) Vecteurs Leptospirose Contact direct XX XX XX X (Leptospira sp. ) Aérosols Cycle orofécale Listériose Consommation de X X X X (Listeria sp. ) produits animaux Maladie de Lyme (Borrelia Vecteurs XX X X X burgdorferi ) BACTERIES Mélioïdose (Burkholderia Contact direct X X X XXX pseudo mallei ) Mycobactériose Contact direct (Mycopbactérium XX XX XXX XX Aérosols sp. ) Pseudomonose Contact direct XXX XXX XXX XX (Pseudomonas sp. ) Aérosols Rouget Contact direct X X X X (Erysipelothrix sp. ) Salmonellose Cycle orofécale XXX XXX XXXX XXX (Salmonella sp. ) Tularémie Contact direct (Francisella Aérosols XX XX XX X tularensis ) Vecteur Yérsiniose Contact direct X XX X X (Yersinia sp. )
51
Tableau II : Listes des principales zoonoses parasitaires et virales abordées et leur importance (X : peu important / XX : moyennement important / XXX : très important / () : suspecté)
Catégorie Voies de Chez Chez Chez les Chez les d'agent Maladie transmission les les serpents crocodiliens pathogéne principales lézards tortues
Balantidiose Cycle orofécale (X) (X) (X) (X) (Balantidium sp. ) Cryptosporidiose (Cryptosporidium Cycle orofécale (XXX) (XX) (X) (X) sp. ) Giardiose Cycle orofécale (X) (X) (X) (X) (Giardia sp. ) Mesocestoïdose Consommation de XX XX XX XX (Mesocestoïdes sp. ) produits animaux Contact direct Mycose (XX) (XX) (XX) (X) Aérosols PARASITES Ophidascarose Cycle orofécale XXX X X X (Ophidascaris sp. ) Ophionyssose (Ophionyssus Contact direct XXX XX X X natricis ) Pentastomidose Cycle orofécale (Porocephalus , Consommation de XXX XX X X Armillifer …) produits animaux Sparganose Contact direct (Spirometra sp. / Consommation de XXX X X XX Diphylobothrium produits animaux sp. ) Togaviroses Vecteur X X X XX (Alphavirus ) VIRUS Fièvre du Nil occidental Vecteur X XX X XXX (West Nile Virus )
Dans les parties suivantes ne seront abordées que les zoonoses les plus importantes (nombre significatif de cas humains rapportés et/ou gravité des répercussions chez l’homme) citées dans les tableaux précédents. Ces zoonoses sont présentées selon leurs modalités de transmission à l’homme.
52
2.3.2. Zoonoses à transmission oro-fécale
2.3.2.1. Salmonellose[32,33,38,63]
a) Agent causale
La salmonellose est causée par des bactéries du genre Salmonella. Ce sont des bacilles Gram négatifs, mobiles, fermentant le glucose, anaérobies facultatifs. Elles mesurent 0,7 à 1,5 μm de large et 2 à 5 μm en long. Le genre Salmonella est divisé en deux espèces : Salmonella bongori (moins fréquente, on en connait une vingtaine de sérovars) et Salmonella enterica (on connait à ce jour plus de 2400 sérovars) qui comprend six sous-espèces : enterica, arizonae, diarizonae, salamae, houtenae et indica. Celles que l’on retrouve le plus chez les reptiles sont Salmonella enterica arizonae et diarizonae, chez l’homme il s’agit plutôt de Salmonella enterica enterica.
b) Epidémiologie
La salmonellose est une zoonose dite majeure à cause du nombre et de la gravité des cas recensés et de sa distribution mondiale : plus de 300 000 cas chaque année en Europe de l’Ouest et plus de deux millions de cas aux Etats Unis dont 400 sont mortels. On estime qu’environ 83,6% à 93,7 % des reptiles en captivités sont porteurs sains de salmonelles[60]. Ils excrètent la bactérie dans leurs fèces de manière intermittente.
La bactérie résiste bien dans le milieu extérieur, en particulier dans les eaux et les milieux humides où elle peut survivre jusqu’à un an. La bactérie, excrétée en même temps que les fèces, peut ainsi se retrouver partout dans l’environnement du reptile et sur le reptile lui- même. L’homme est ainsi exposé lors de la manipulation de l’animal ou quand il nettoie son vivarium. La principale voie de contamination pour l’homme est la voie orale telle que représentée dans la Figure 3.
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Figure 3: Principales modalités de contamination humaines par les salmonelles
Le plus important recensement de cas de salmonelloses humaines transmises par des reptiles a été réalisé aux Etats-Unis entre 1970 et 1980 où au total pas moins de 280 000 cas de salmonellose étaient rapporté chez des enfants de moins de 10 ans qui possédaient tous une jeune tortue de Floride (Trachemys scripta elegans). Il a été estimé que la petite taille de ces jeunes tortues pouvait être un facteur prédisposant du risque de transmission (manipulation plus aisée et possibilité de les mettre en bouche). Une réglementation fut ainsi mise en place afin d’interdire la vente des tortues dont la taille était inférieure à 10,2 cm. Cette mesure a permis la réduction de 77% des cas de salmonelloses dues à la possession de ces tortues[19,50].
c) Symptômes
Chez les reptiles : Faisant parti de leur flore commensale, les salmonelles sont rarement responsables de signes cliniques chez les reptiles, néanmoins dans certaines conditions (stress, environnement inadapté…) elles peuvent être responsables de faiblesses généralisées, de pneumonies, de coelomites, d’abcès voire de mort par septicémie bien que cela reste rare.
Chez l’homme : Les symptômes chez l’homme dépendent de la souche présente. La salmonellose se manifeste le plus souvent par une gastro-entérite aiguë avec nausées, douleurs abdominales, diarrhée souvent profuse, fièvre, abattement, anorexie, perte de poids et déshydratation importante. Dans les cas les plus graves l’infection peut conduire à une septicémie avec endocardite, méningite voire la mort.
54
d) Diagnostic
Le diagnostic biologique se fait principalement par isolement et culture de la bactérie à partir de fèces (prélevées dans l’environnement ou écouvillonnage cloacal) ou par la réalisation de prélèvements dans le milieu souillé. La culture doit se faire sur des milieux spécifiques, tels que la gélose MSRV (Rappaport-Vassiliadis semi-solide modifiée). Elle permet de s’affranchir des nombreuses contaminations présentent dans un échantillon de fèces. La culture peut prendre trois jours. La méthode ELISA est aussi utilisable bien que moins sensible. Une détection par PCR peut être envisagée en première intention. Elle présente une sensibilité et une spécificité équivalente à la culture sur milieu sélectif. La confirmation par PCR et le typage du groupe sont recommandés après culture afin de déterminer la virulence, la source d’infection, le pronostic et la démarche thérapeutique à suivre.
e) Traitements chez l’homme
Le traitement de l’homme est symptomatique (avec correction de la déshydratation et des troubles gastro-intestinaux) et spécifique grâce à l’utilisation d’antibiotiques adaptés. Selon la gravité de l’infection et la souche responsable, la réalisation d’un antibiogramme peut permettre d’améliorer la prise en charge. Les antibiotiques les plus couramment utilisés sont l’ampicilline et l’association trimethoprime-sulfamide. Dans les cas graves de toxi- infection une corticothérapie peut être envisagée[32].
2.3.2.2. Campylobactériose[32,33,38,63]
a) Agent causale
La campylobactériose est causée par des bactéries du genre Campylobacter, ce sont des bacilles fins incurvés, ou spiralés, Gram négatif, mobiles grâce à un ou deux flagelles présents aux pôles de la bactérie. Mesurant de 0.2 à 0.5 µm ils sont à métabolisme micro-aérophile. Il existe plusieurs espèces chez l’homme et les reptiles dont Campylobacter jejuni, Campylobacter fetus, Campylobacter upsaliensis.
b) Epidémiologie
Les campylobacters thermophiles sont les agents responsables du plus grand nombre de gastroentérites chez l’homme dans le monde avec comme principal réservoir à ce jour le poulet de chair. C’est une bactérie commensale du tube digestif, parfois de l’appareil génitale de nombreux mammifères, des oiseaux et des reptiles. Le portage est souvent asymptomatique et les animaux excrètent la bactérie dans leurs fèces. Selon les études, le portage de campylobacter chez les reptiles captifs ou de zoo peut être compris entre 5% et 8% des individus[26].
55
La principale voie de contamination est la voie orale après contact direct avec l’animal porteur ou après contact avec des aliments ou de l’eau souillés par les fèces du reptile comme illustré dans la Figure 4.
Figure 4: Principales modalités de contamination humaine par les Campylobacter
c) Symptômes
Chez les reptiles : Le portage est souvent asymptomatique. Dans des conditions particulières (stress, maladie primaire, etc…) les symptômes peuvent être une diarrhée modérée avec abattement et léthargie.
Chez l’homme : On distingue trois formes cliniques chez l’homme :
- Une forme localisée, par exemple de l’arthrite septique, une endocardite, des avortements, une méningo-encéphalite et qui est souvent associée à une septicémie. - Une forme septicémique pure. - Une forme dysentérique qui, après environ deux à cinq jours d’incubation, se traduit par un tableau clinique de gastro-entérite avec fièvre, vomissements, diarrhée profuse voire sanguinolente.
Les individus les plus sensibles sont les enfants très jeunes (surtout moins de deux ans) et les personnes présentant un terrain immunitaire débilité.
d) Diagnostic
Le diagnostic biologique se fait par isolement, culture et identification de la bactérie (diagnostic direct). La mise en culture nécessite des conditions particulières avec une atmosphère micro-aérophile et un milieu sélectif pour les prélèvements poly-contaminés. Un
56 séquençage moléculaire peut-être nécessaire afin de caractériser la souche responsable de l’infection.
e) Traitements chez l’homme
Le traitement chez l’homme des formes graves passe par une antibiothérapie avec des molécules telles que la gentamicine, le métronidazole, des fluoroquinolones (certaines résistances sont décrites), toujours associé à un traitement symptomatique car la corrélation entre l’antibiothérapie et la guérison clinique n’est pas toujours établie.
2.3.2.3. Listériose[32,33,38,63]
a) Agent causale
Les agents de la listériose sont des bactéries du genre Listeria, ce sont des bacilles réguliers, Gram positifs, non sporulés, non acido-alcoolo-résistants, mobiles à des températures autour de 20°C. Mesurant jusqu’à 2 µm de longueur ce sont des bactéries psychrotrophes capables de survivre dans une large gamme de température (de 4 à 45°C) et capables de tolérer des pH de 5,5 à 9,6. Le genre Listeria inclut huit espèces différentes dont par exemple L. monocytogenes et L. ivanovii que l’on peut retrouver chez l’homme et les reptiles.
b) Epidémiologie
C’est une bactérie de répartition mondiale, établie en France depuis 1998 comme maladie à déclaration obligatoire chez l’homme mais pas chez l’animal. Le nombre de cas par an en France se compte à environ 300[33]. La très grande majorité des contaminations se fait par le biais de denrées alimentaires (fromages au lait cru, charcuterie, produits de la mers). La transmission par contact avec un animal infecté est aussi possible. La bactérie est très ubiquitaire, capable de résister et de se multiplier dans le milieu extérieur (peut survivre d’un à deux ans dans le sol). Elle est naturellement présente dans le tube digestif de nombreux vertébrés, dont l’homme et les reptiles, ainsi que dans certains crustacés, insectes et tiques. La principale voie de contamination est la voie orale par ingestion de matières, eau ou aliments souillés par des fèces comme illustré Figure 5. C’est une bactérie entéro-invasive qui va pénétrer dans l’organisme par les plaques de Peyer avec dissémination par voie lymphatique après phagocytose jusque dans les nœuds lymphatiques mésentériques puis la rate puis le foie.
57
Figure 5: Principales modalités de contamination humaine par les Listérias
c) Symptômes
Chez les reptiles : Le portage est souvent asymptomatique. Lors de rares cas de listériose clinique rapportés chez les reptiles il a été décrit la présence de micro-abcès dans le cerveau, la rate et le foie associés à une hémoculture positive pour Listeria.
Chez l’homme : - Listériose de la femme enceinte : infection acquise durant la grossesse généralement sans conséquence, parfois de la fièvre avec un syndrome pseudo-grippal. Mais possibilité de contamination du fœtus à travers le placenta (souvent après le 5éme mois). On peut observer une mort du fœtus suivie d’avortement ou l’accouchement prématuré d’un enfant infecté.
- Listériose néonatale : lors de l’atteinte in utero, infection rapide sous forme de septicémie avec une détresse respiratoire fréquemment associée à une méningite. Il existe une forme tardive qui se traduit par une méningite dans les deux semaines suivant l’accouchement avec des séquelles neurologiques même en cas de guérison.
- Listériose de l’adulte : souvent latente et inapparente, manifestation clinique en présence de causes débilitantes (diabète, alcoolisme, immunodéficience virale…). Se traduit d’abords par une gastro-entérite suivie par une forme septicémique ou neuro-méningée. Il existe également des formes localisées (conjonctivites, angines, dermites…) plus bénignes.
d) Diagnostic
Le diagnostic repose sur l’isolement et l’identification de la bactérie à partir de prélèvements réalisés au niveau des lésions (liquide céphalorachidien, placenta, rate, foie) ou
58 dans les selles. Selon la suspicion on peut aussi réaliser une hémoculture comme par exemple chez la femme enceinte chez qui l’on craint une listériose.
Un séquençage est nécessaire par la suite pour savoir si l’on est bien en présence d’une souche pathogène de Listeria.
e) Traitements chez l’homme
Le traitement passe par une antibiothérapie avec utilisation de pénicillines G et A, d’aminosides, tétracycline et chloramphénicols. Le traitement peut-être long, il sera prolongé jusqu’au terme de la grosse chez les femmes enceintes si une hémoculture met en évidence la présence de Listeria[33].
2.3.2.4. Pentastomidose[38,47,56,62,74]
a) Agent causale
Les pentastomides semblent être les plus vieux parasites connus de la science à ce jour, des fossiles contenant des larves très similaires aux larves primaires ont été datés à 150 millions d’années. En forme d’arthropode vermiforme, appartenant à la classe des Maxillopodes, sous- phylum des crustacés, phylum des Arthropodes, avec deux sous-classes : les Cephalobanidea et les Porocephalidae. On compte aujourd’hui environ 70 espèces différentes infectant les mammifères, les oiseaux, les amphibiens et les reptiles. Les genres les plus retrouvés chez les reptiles et l’homme sont : Raillietiella, Porocephalus, Kiricephalus, Armillifer et Sebekia.
Mesurant de 0,5 à 12 cm, ils sont reconnaissables par la paire de crochés rétractibles qu’ils portent de chaque côté de leur bouche. Les œufs sont de forme ovoïde, mesurant entre 100 et 200 µm de long. Les stades adultes se retrouvent le plus souvent chez les reptiles. Ce sont surtout les Ophidiens, les Sauriens et les Crocodiliens qui sont touchés. C’est un parasite obligatoire du haut et un peu moins du bas appareil respiratoire avec l’intervention nécessaire d’au moins un hôte intermédiaire dans son cycle.
b) Epidémiologie
Ce parasite se rencontre en Afrique, en Asie du Sud, en Australie et en Amérique (surtout tropicale), les cas en Europe proviennent d’animaux importés de ces régions.
Les adultes vont se reproduire et pondre les œufs dans le système respiratoire de l’hôte définitif, les œufs larvés seront évacués dans les sécrétions respiratoires ou dans les fèces après déglutition. L’hôte intermédiaire (rongeurs, reptiles) se contamine par ingestion des œufs présents dans l’environnement, les œufs vont éclore et les larves vont migrer à travers le tube digestif pour se transformer en nymphe et s’enkyster dans la paroi du tube digestif ou du cœlome. L’hôte intermédiaire se fait ensuite ingérer par un reptile et les nymphes vont s’extraire et migrer jusqu’au système respiratoire où elles vont se transformer en jeunes adultes. Dans certains cas les larves peuvent migrer de façon erratique dans la cavité abdominale, s’enkystant dans d’autres organes viscéraux. La Figure 6 illustre ce cycle parasitaire. 59
Figure 6: Cycle parasitaire des pentastomides et modalités de transmission à l’homme
L’homme peut devenir un hôte intermédiaire accidentel en se contaminant par ingestion des œufs larvés excrétés dans les fèces ou dans les sécrétions respiratoires du reptile (aliments, eau souillée, mauvaises pratiques d’hygiènes). Les larves vont migrer en nymphes hors du tube digestif et venir s’enkyster dans les organes abdominaux (foie, mésentère, paroi intestinale). L’homme étant un « cul de sac épidémiologique » les nymphes vont finir par mourir et se calcifier.
c) Symptômes
Chez les reptiles : Les symptômes vont dépendre de la sévérité de la réponse immunitaire de l’hôte et du nombre de larves ingérées. Dans les cas de faible infestation il n’y aura pas de symptômes apparents. Les pentastomes sont hématophages et peuvent provoquer une anémie dans les cas de forte infestation. Une léthargie peut aussi survenir pendant la phase de migration larvaire. La présence du parasite dans les poumons peut provoquer une simple gêne respiratoire (nombreux adultes ou adulte de grande taille) ou favoriser le développement d’infections secondaires bactériennes ou fongiques voir de pneumonies.
Chez l’homme : Les symptômes vont apparaitre principalement pendant la phase de migration avec de la fièvre et des coliques modérées. Les nymphes vont ensuite se calcifier et leur découverte sera fortuite lors d’un examen radiographique par exemple. Certaines migrations dans l’œil sont à l’origine d’uvéites mais cela concerne surtout des espèces de pentastomes non retrouvés chez les reptiles à ce jour.
60
d) Diagnostic
Le diagnostic se fait principalement chez les hôtes définitifs par identification des œufs du parasite lors d’un examen coprologique, de l’analyse des sécrétions nasales ou encore de lavages broncho-alvéolaires.
L’identification peut aussi se faire par examen direct du parasite lors d’une endoscopie des voies respiratoires. Il est possible d’observer des nymphes enkystées et calcifiées chez les hôtes intermédiaires lors d’un examen radiographique.
e) Traitements chez l’homme et chez les reptiles
Concernant les reptiles il faut d’abord traiter l’infection pulmonaire secondaire à la présence du parasite. Les adultes peuvent être retirés chirurgicalement lors d’une endoscopie trachéale ou pulmonaire, on peut aussi retirer les kystes calcifiés dans les organes abdominaux. Le traitement chez l’homme est similaire et se limite au retrait chirurgical des kystes calcifiés.
Des traitements antiparasitaires sont possibles chez les reptiles, il a été décrit l’utilisation de molécules telles que le praziquantel, le lévamisole, le thiabendazole et l’ivermectine mais les résultats sont très inconstants. De plus les adultes et les larves semblent posséder des glandes qui produisent un surfactant qui recouvre leur cuticule et les protège du système immunitaire de l’hôte.
2.3.2.5. Cryptosporidiose[28,38,47,68,74,82,88]
La cryptosporidiose est abordée plus en détail (agent étiologique, diagnostic, traitement etc…) dans la partie 3. Ici seront vue rapidement l’agent étiologique et les signes cliniques associés.
La cryptosporidiose est une maladie parasitaire causée par des protozoaires du genre Cryptosporidium appartenant à l’embranchement des Apicomplexa et à la classe des coccidies. Sous sa forme infectante trophozoïte il mesure environ 5 à 8 µm de diamètre. Les oocystes sporulés sont sa forme de dissémination et de résistance dans le milieu extérieur. On dénombre actuellement 16 espèces reconnues de Cryptosporidium, deux de ces espèces sont principalement infectantes pour l’homme, C. hominis et C. parvum. Les espèces de Cryptosporidium responsables de la maladie chez les reptiles sont C. serpentis et C. varanii (aussi appelée C. saurophilum).
Le parasite résiste très bien dans le milieu extérieur. L’ingestion des oocystes via l’environnement souillée permet l’infection. Ce parasite a la particularité d’être intracellulaire mais extracytoplasmique et d’avoir un cycle auto-contaminant de son hôte. Chez les reptiles les principaux signes cliniques sont un retard de croissance avec régurgitations, diarrhées et mort dans certains cas. Chez l’homme cela peut se manifester par des douleurs abdominales, nausées et diarrhées pour les personnes immunocompétentes, pour les personnes immunodéprimées les symptômes sont plus graves. 61
2.3.2.6. Ophidascarose[7,8,38]
a) Agent causale
Parmi les nematodoses on trouve un parasite commun des reptiles et de l’homme de la famille des Ascaridés : Ophidascaris. Pouvant mesurer de quelques millimètres à plus de 15cm pour les plus grands adultes on dénombre à ce jour environ 50 espèces.
b) Epidémiologie
C’est un parasite retrouvé surtout en Inde, en Asie du Sud, en Australie et en Afrique. Il est responsable de nombreuses nematodoses chez les Ophidiens et un peu moins chez les Sauriens et les Chéloniens.
Parasites du système digestif des reptiles, son cycle comprend l’intervention d’au moins deux hôtes différents. Les adultes sont localisés dans l’estomac et l’œsophage du reptile et pondent les œufs larvés qui seront excrétés par les déjections ou les régurgitations. L’hôte intermédiaire se contamine en ingérant les œufs qui vont éclore pour donner des larves infectantes. L’hôte définitif se contamine en ingérant une proie qui contient ces larves, celles- ci vont alors migrer dans l’estomac pour évoluer en adultes et pondre leurs œufs. La Figure 7 illustre ce cycle parasitaire.
Figure 7: Cycle parasitaire de Ophidascaris et modalités de transmission à l’homme
62
L’homme peut devenir un hôte accidentel en ingérant les œufs larvés (via des aliments, de l’eau souillée par des fèces de reptile ou par une mauvaise hygiène des mains). Les larves vont alors éclore et migrer dans différents organes pour y demeurer et s’enkyster.
c) Symptômes
Chez les reptiles : L’ophidascarose est responsable de gastrites, de gastro-entérites avec épaississement de la paroi de l’estomac ou des intestins, d’ulcères avec parfois régurgitations. La mortalité est élevée chez les reptiles.
Chez l’homme : L’infection est le plus souvent inapparente mais les premières phases de migration peuvent être la cause de pneumonies ou d’hépatomégalies selon le trajet de migration. Par la suite on peut observer des lésions de larva migrans au niveau cutané, oculaire, digestive, respiratoire voir de l’encéphale.
d) Diagnostic
Le diagnostic se fait par une analyse microscopique des fèces ou des régurgitations afin de mettre en évidence la présence d’œufs d’Ophidascaris.
L’identification direct du parasite est possible aussi lors du retrait chirurgical des larves enkystés dans les organes.
e) Traitements chez l’homme et chez les reptiles
On traite d’abords les signes digestifs graves chez l’animal (pansements gastriques si on soupçonne des ulcères) et on corrige la malnutrition et la déshydratation ainsi que les éventuels déséquilibres ioniques.
Le traitement chimique des reptiles se fera à l’aide d’anti-némathelminthes tels que le fenbadazole, l’ivermectine et le lévamisole.
Les larves enkystées chez l’homme devront être retirées chirurgicalement, il n’y a pas de traitement antiparasitaire.
2.3.3. Zoonoses transmises par contact avec la peau saine ou les muqueuses et par effraction cutanée
2.3.3.1. Aeromonose[32,33,38,42,63]
a) Agent causale
C’est une maladie bactérienne causée par Aeromonas spp. un bacille Gram négatif, mobile grâce à un flagelle polaire, catalase et oxydase positif. Il a un métabolisme anaérobie 63 facultatif et se multiplie à des températures en dessous de 37°C. Il mesure entre 0,3 et 1 µm de large et entre 1 et 3µm de long.
Les principaux bacilles retrouvés chez l’homme et les reptiles sont Aeromonas hydrophila et A. shigelloides.
b) Epidémiologie
Sa répartition est mondiale, le bacille affecte particulièrement les milieux humides et les eaux telles que les rivières, les nappes phréatiques et, est même retrouvé dans certains réseaux de distribution d’eau potable.
Il est fréquemment retrouvé chez les poissons, les reptiles, les amphibiens et un peu moins souvent chez les mammifères. Il est considéré comme pathogène opportuniste car fait partie de la flore buccale et cutanée de ces animaux. Ce bacille va pouvoir être transmis à l’homme lors d’un contact sur une plaie ou une muqueuse d’eau souillée par le reptile ou directement avec la salive du reptile porteur. Toute morsure ou griffure d’un reptile atteint peut aussi conduire à une infection par Aeoromonas. La Figure 8 illustre ces différents modes de transmission.
Figure 8: Principales modalités de contamination humaine par les Aeromonas
Ce germe concerne surtout les espèces de reptiles aquatiques et semi-aquatiques. Un déséquilibre dans leur environnement (température de l’eau, pH) ou un stress peut être à l’origine du développement de l’infection chez l’animal augmentant ainsi le risque de transmission à l’homme par une excrétion plus importante.
Toutes les catégories de personnes (enfants, adultes, personnes immunocompétentes ou immunodéprimées) peuvent être atteintes.
64
c) Symptômes
Chez les reptiles : L’infection peut se manifester par des symptômes locaux avec une stomatite plus ou moins purulente et grave associée à des problèmes de déglutition. L’infection peut aussi descendre dans l’appareil respiratoire causant des trachéites, du cornage avec du jetage purulent due aux nombreux débris inflammatoires produits. L’animal va adopter une posture inhabituelle et se mettre à respirer gueule ouverte car le pus solide obstrue les voies respiratoires. Cela peut se compliquer en pneumonie accompagnée par des signes digestifs et de la diarrhée. La bactérie peut se disséminer dans tous l’organisme par voie sanguine avec des manifestations cutanées comme des pétéchies, rougeurs, ulcérations inter-tégumentaires voir des abcès. Des hépatites et des uvéites sont aussi décrites.
Chez l’homme : Lors d’une morsure ou griffure par un reptile il va se développer une infection locale des tissues moues avec une dermatite papulo-vésiculeuse extensive, une paniculite et des abcès importants voir de la cellulite ou de l’ostéomyélite. C’est la manifestation la plus courante, au bout de quelques jours l’infection peut se propager dans le sang conduisant à des néphropathies, de l’uvéite, des pneumonies, des péritonites et des méningites[8]. Des symptômes digestifs d’apparition rapide (1 à 2 jours) peuvent aussi être causés par Aeoromonas avec une gastro-entérite et de la diarrhée profuse à sanguinolente.
d) Diagnostic
Le diagnostic se fait par isolement, culture et identification de la bactérie sans milieu de culture particulier. Les prélèvements peuvent êtres du pus contenu dans les abcès cutanés, des échantillons de tissus mous infectés ainsi que du sang pour une hémoculture.
e) Traitements de l’homme et des reptiles
Chez l’homme comme chez les reptiles, des soins de plaies locaux doivent être réalisés en parallèle du traitement systémique afin de limiter la propagation de l’infection.
Des nombreux cas de résistance ont été décrit, il est ainsi recommandé de réaliser un antibiogramme à partir de salive ou de prélèvements cutanés du reptile ou de la personne infectée (ou à partir d’une hémoculture). Les antibiotiques qui semblent efficaces sont la gentamycine, les tétracyclines, la streptomycine ou le chloramphénicol.
2.3.3.2. Mycobactériose[32,33,38,47,63]
a) Agent causale
Les mycobactéries appartiennent au genre Mycobactérium et au sous-ordre des Corynebacterinae. Ce sont des bacilles droits ou incurvés, non sporulés et immobiles. Leur
65 paroi rappelle celle des bactéries Gram positive mais est plus complexe avec notamment à l’extérieur une couche d’acides mycoliques et de mycosides (des peptidoglycolipides). On peut classer ce genre en trois groupes : Mycobacterium leprae (agent de la lèpre chez l’homme) ; Les bacilles tuberculeux pour les humains et les animaux (M. tuberculosis, agent de risque de classe 3) ; Les autres mycobactéries MOTT (Mycobacteria Other Than Tuberculosis) avec par exemple M. avium subsp. avium. Il existe une autre classification en quatre groupes établis par Runyon en fonction de leur rapidité de croissance en culture (inférieur ou très supérieur à 7 jours) et de leur capacité à former ou non des pigments visibles dans le noir lors de culture[33].
Les bacilles sont acido-alcoolo-résistants avec une paroi riche en lipides, imperméable, on utilisera donc préférentiellement la coloration de Ziehl-Neelsen à la coloration de Gram, ils apparaissent alors en rouge sur un fond bleu. Ces mycobactéries ont un métabolisme respiratoire strict, aérobie stricte et catalase positive ce sont des parasites obligatoires à multiplication intracellulaire facultative.
Les espèces que l’on retrouve chez les reptiles et chez l’homme sont principalement M. marinum, et en moindre importance M. avium et M. tuberculosis.
b) Epidémiologie
Les mycobactéries sont en majorité saprophytes, on peut en retrouver dans les environnements hydriques, les sols (peuvent survivre deux à cinq mois dans la boue) et dans la matière organique. On peut aussi les trouver sur les végétaux, à la surface de la peau, des écailles et des muqueuses des reptiles ou de l’homme. Ces bacilles ont un spectre d’hôte plutôt large, on a trouvé des infections à mycobactéries sur des serpents, des tortues (terrestres et marines) et des lézards.
La contamination est aisée et peut se faire de manière directe lors d’un contact avec un animal malade ou indirectement par contact avec son environnement ou des manières organiques telles que la salive ou les fèces. La transmission peut aussi avoir lieu lors d’une griffure ou morsure par un animal atteint ou via une plaie existante comme illustré dans la Figure 9. Le risque est très élevé lorsque l’on manipule un animal avec des lésions cutanées caractéristiques (granulome cutané par exemple). Cette maladie peut rester latente ou émerger à la suite d’un stress ou d’une baisse du système immunitaire par une autre maladie grave.
66
Figure 9: Principales modalités de contamination humaine par les mycobactéries
Lors de l’infection les bacilles sont phagocytés par des macrophages, véhiculés par voie lymphatique et vont engendrer une réponse immunitaire par activation des lymphocytes T. La primo-infection engendrera alors soit une guérison spontanée (70% des cas), soit une infection latente (27%) soit une tuberculose.
c) Symptômes
Chez les reptiles : Les lésions les plus caractéristiques sont cutanées avec un granulome cutané, parfois purulent et chronique, des nodules cutanés et du plastron parfois associés à des arthrites osseuses. On retrouve aussi des granulomes et des nodules dans les poumons associés à une dyspnée ou une détresse respiratoire ainsi que des lésions ulcératives de la bouche. L’infection systémique peut engendrer des granulomes dans le foie, la rate et le cœur. Les signes cliniques observés sont souvent peu caractéristiques avec un abattement, de l’anorexie et une perte de poids progressive.
Chez l’homme : Les mycobactéries tuberculeuses (en particulier M. marinum) sont impliquées dans les maladies des nodules cutanées et sous-cutanés et peuvent provoquer des ulcérations extensives de la peau. M. tuberculosis est plutôt responsable de la tuberculose humaine sous sa forme principalement pleuro-pulmonaire mais il existe de nombreuses autres formes de la tuberculose allant de l’infection latente à la forme aiguë et mortelle.
d) Diagnostic
On peut réaliser un diagnostic direct sur un prélèvement (pus, granulome) ou lors d’un examen histopathologique avec une coloration, on observe alors des bacilles alcoolo-acido- résistants. Cependant cette technique manque de sensibilité et de spécificité et doit être associée à la clinique. L’isolement, la mise en culture et l’identification sont des techniques de référence
67 mais plus longues et nécessitent un laboratoire autorisé à manipuler des agents pathogènes de risque de classe 3. La PCR est aussi utilisable mais moins sensible si utilisée seule.
Il y a des techniques de diagnostic indirect comme l’intradermoréaction mais qui ne sont pas utilisées chez les reptiles et l’homme en routine.
e) Traitements chez l’homme
Le traitement des animaux est très fortement déconseillé à cause du risque zoonotique qu’ils représentent, il faut plutôt envisager l’euthanasie. Pour l’homme le traitement se base sur des molécules comme la rifampicine, l’isoniazide, le pyrazinamide, l’éthambutol…
2.3.3.3. Pseudomonose[8,32,33,38,63]
a) Agent causale
Ce sont des bacilles du genre Pseudomonae, famille des Pseudomonadaceae. Ils sont fins, droits, mesurent de 1 à 5 µm de long pour 0,5 à 1 µm de large. Ils sont Gram négatif, non sporulés et mobiles grâce à un ou plusieurs flagelles polaires. Ils sont à métabolisme respiratoire strict et sont aérobies stricts.
On compte actuellement une soixantaine d’espèces dont la plus représenté chez l’homme et les reptiles est Pseudomonas aeruginosa.
b) Epidémiologie
Pseudomonas est présente dans le monde entier, vivant dans des environnements très variés tels que les eaux, le sol ou les plantes car elle est capable d’utiliser de nombreux substrats comme source de carbone et d’énergie. Elle supporte bien les eaux salées et douces et est une des principales causes d’altération des denrées alimentaires dans le frigo. Elle peut survivre plusieurs mois sur un sol sec, dans des milieux humides, des poussières…
C’est une bactérie présente naturellement sur la peau et les muqueuses de nombreux vertébrés dont l’homme et les reptiles. C’est un pathogène surtout opportuniste très reconnu en médecine vétérinaire, capable (principalement P. aeruginosa) de sécréter des pigments, comme la pyocyanine ou la pyoverdine, qui participent à son action pathogène.
68
Figure 10: Principales modalités de contamination humaine par les Pseudomonas
Le mode de transmission le plus fréquent est l’inoculation de la bactérie à la faveur d’une effraction cutanée lors d’une griffure ou d’une morsure par le reptile, le simple contact n’étant pas suffisant, comme illustré dans la Figure 10. Les individus ayant un système immunitaire affaibli sont plus sensibles, cette bactérie est souvent mise en cause lors d’infections nosocomiales en hôpitaux.
c) Symptômes
Chez les reptiles : C’est un germe opportuniste qui sera souvent présent chez l’animal sans déclencher de maladie. C’est à la faveur d’un stress ou d’une autre infection que ce germe va devenir pathogène. Responsable de surinfections cutanées avec développement d’abcès ou de dermatite avec décollement des écailles. Responsable aussi de stomatites parfois purulentes et graves ainsi que de pneumonies pouvant aller jusqu’à la septicémie. On rapporte également des cas de diarrhée ou gastro-entérites graves à Pseudomonas.
Chez l’homme : C’est une infection opportuniste qui concerne principalement P. aeruginosa. Elle est par exemple responsable de surinfections cutanées chez des grands brulés. L’infection peut causer des ostéomyélites, des bronchopneumonies légères à très graves voir nécrosantes, des endocardites, des infections urinaires. Les personnes immunodéprimées sont susceptibles de développer une sépticémie.
d) Diagnostic
Le diagnostic biologique est direct par mise en culture et identification. Le prélèvement doit être le plus stérile possible pour ne pas confondre une réelle infection avec simple contamination.
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e) Traitements chez l’homme
Pseudomonas semble être résistant à de nombreux antibiotiques tels que les aminopénicillines, les céphalosporines de première et deuxième génération, certaines céphalosporines de troisième génération, les tétracyclines et les phénicols. Mais elle est réputée sensible à la colistine, les céphalosporines de troisième génération à large spectre, à la gentamicine et tobramycine.
2.3.3.4. Tularémie[32,33,38,63]
a) Agent causale
La tularémie est causée par Francisella tularensis, un coccobacille de la famille des Francisellaceae à Gram négatif, non sporulé, immobile et parfois capsulé. Sa paroi complexe rend sa coloration difficile et oblige souvent à devoir utiliser la coloration de May-Grünwald- Giemsa pour le mettre en évidence lors de frottis. Elle est nutritionnellement exigeante, à métabolisme respiratoire strict, aérobie strict et oxydase négative.
On connait 4 sous-espèces : tularensis, holartica, mediasiatica et novicida.
b) Epidémiologie
Sa distribution est large dans l’hémisphère nord en Europe, Asie, et Amérique du Nord. Il peut persister longtemps dans la matière organique, l’eau ou dans divers milieux extérieurs en présence de températures basses (peut survivre neuf mois dans les eaux douces, la boue ou la paille si la température est inférieure ou égale à 0°C).
C’est un parasite strict chez de nombreux animaux sauvages et domestiques, mammifères (notamment rongeurs et lagomorphes qui amplifient la bactérie), oiseaux, amphibiens et reptiles. Il est aussi retrouvé chez des arthropodes piqueurs, tiques, taons, moustiques qui vont servir de réservoirs, ainsi que chez des amibes qui peuvent contaminer l’homme.
Les deux sous-espèces Francisella tularensis subsp. tularensis et subsp. holartica, sont particulièrement virulentes pour l’homme qui peut se contaminer directement ou indirectement par voie cutanée (traverse la peau saine, piqûre d’arthropode…) ou par les muqueuses lors d’un simple contact avec un animal porteur ou un cadavre. Le contact de poussières contaminées avec les yeux est aussi une voie de transmission. Tout cela est illustré dans la Figure 11. C’est un germe potentiel de bioterrorisme classé en catégorie A par le CDC (Center for Diseases Control).
70
Figure 11: Principales modalités de contamination humaine par les agents de la tularémie
c) Symptômes
Chez les reptiles : Les reptiles ne vont pas manifester de symptômes de façon visible car la mort survient très rapidement, une apathie ou de la faiblesse peuvent être éventuellement notée.
Chez l’homme : L’incubation peut être de quelques heures à deux semaines, avec en moyenne quatre jours, les symptômes vont ensuite rapidement se manifester avec céphalées, douleurs, hyperthermie, asthénie et sueurs nocturnes. Ces symptômes peuvent varier selon la voie de contamination :
- Forme ulcéro-ganglionnaire (80% des cas) : adénopathie axillaire, unilatérale, douloureuse avec parfois une ulcération au niveau du point d’entrée de la bactérie. L’adénopathie peut régresser spontanément ou le plus souvent évoluer avec formation de fistules et suppurations en quelques mois.
- Forme pharyngée (15% des cas) : amygdalite souvent unilatérale associée à des ulcérations et une adénite cervicale et sous-maxillaire.
- Forme oculo-ganglionnaire (3-5% des cas) : lors d’une inoculation par des mains souillées par exemple, apparition d’une conjonctivite et réaction des ganglions satellites.
- Forme ganglionnaire seule : absence de lésions au point d’entrée
- Forme fébrile isolée : syndrome grippal avec hyperthermie, anorexie associée à des complications respiratoires et pulmonaires (plus fréquente aux Etats-Unis) 71
- Il existe aussi des formes méningées et des formes pulmonaires seules.
d) Diagnostic
Le diagnostic clinique est difficile car cette maladie ressemble à beaucoup d’autres et ce sont surtout les commémoratifs et les symptômes qui vont nous orienter.
Le diagnostic expérimental peut se faire par : - Isolation et identification du germe à partir du point d’inoculation, de l’adénite avant le stade suppuration ou à partir des sécrétions respiratoires (forme pulmonaire). La culture doit se faire sur un milieu spécifique et l’hémoculture est déconseillée car peu fiable. - Observation de la bactérie à partir de calques sur tissus, l’immunofluorescence étant la technique de diagnostic la plus fiable à ce jour[33]. - Diagnostic par sérologie, apparition des anticorps entre une et deux semaines et persistance pendant plusieurs années. Il faut noter qu’il existe des réactions croisées avec la brucellose. - Intradermo-réaction : possible à partir du 5éme jour et valable pendant plus de 10 ans. - Anatomo-pathologie : lésions avec réactions réticulaires et foyers nécrotiques au niveau d’un ganglion sont caractéristiques. - La PCR est aussi possible pour un diagnostic direct.
e) Traitements chez l’homme
Le traitement doit être mis en place le plus tôt possible, les familles d’antibiotiques réputées efficaces par voie systémique sont : la streptomycine et les tétracyclines. S’il y a des suppurations il faut drainer et réaliser un traitement antibiotique local. Il existe un vaccin pour l’homme en France mais il n’est conseillé que pour les personnes les plus exposées à la maladie (chasseurs, laborantins).
2.3.3.5. Leptospirose[32,33,38,62]
a) Agent causale
Maladie causée par des bactéries du genre Leptospira. Elles hélicoïdales avec des spires très rapprochées et dont les extrémités sont courbées en forme de crochets. Leur faible diamètre les rend difficiles à observer. Ce sont des bactéries aérobies strictes, nutritionnellement peu exigeantes et leur température optimale de croissance est comprise entre 28 et 30°C.
Le genre Leptospira comprend plus de 20 espèces génomiques mais L. interrogans regroupe la grande majorité des leptospires pathogènes pour l’animal et l’homme. Cette espèce est divisée en 24 sérogroupes, eux-mêmes subdivisés en 230 sérovars (des exemples courants sont : Icterohaemorrhagiae, Canicola, Hebdomadis, Australis, Javanica…). Ces différentes divisions ont un intérêt concernant la vaccination qui est limitée aux sérogroupes utilisés pour sa production.
72
b) Epidémiologie
Ces bactéries sont présentes dans le monde entier, avec deux habitats principaux : certaines sont saprophytes, d’autres sont des parasites stricts des reins et de l’appareil génital des mammifères domestiques et sauvages, de l’homme et des reptiles. Il existe une spécificité entre un hôte et un sérovars (exemple Canicola est principalement retrouvé chez le chien) mais cette dominance n’est pas exclusive et tous les animaux peuvent devenir des réservoirs pour un autre sérovars.
Les leptospires excrétés dans l’urine des animaux vont contaminer différentes sources d’eau, les boues et les sols humides dans lesquelles elles peuvent survivre plusieurs mois. La leptospirose est ainsi considérée comme une maladie hydrique.
Comme l’illustre la Figure 12 la transmission peut se faire de manière directe par contact de la peau (par voie transcutanée) ou des muqueuses avec un animal infecté et plus particulièrement de ses urines (plus exceptionnellement de sa salive). Une morsure peut favoriser la pénétration de la bactérie dans l’organisme. La transmission est aussi possible par un contact indirect avec de l’eau souillée et contaminée.
Figure 12: Principales modalités de contamination humaine par les agents de la leptospirose
Elle est considérée comme une zoonose professionnelle (égoutiers, agriculteurs, vétérinaires) et comme une zoonose de loisir surtout en période estivales lors d’activités près d’une zone humide.
c) Symptômes
Une fois dans l’organisme les bactéries vont se développer dans le sang durant cinq à sept jours puis vont se disséminer dans l’organisme par voie sanguine vers le foie, la rate, le LCR (Liquide Céphalorachidien), les reins... Les premières manifestations sont des lésions
73 nécro-hémorragiques dues à l’ischémie de petits vaisseaux sanguins. Puis les leptospires vont se répliquer dans les tubules rénaux.
Chez les reptiles : Les symptômes décrits sont plutôt frustres et peu documentés mais il a été décrit des néphrites interstitielles avec des insuffisances rénales qui peuvent se manifester par de l’abattement, de l’anorexie ou pas de symptômes du tout chez certains individus porteurs sains ou aillant eu un contact avec un animal malade.
Chez l’homme : Il y a un grand polymorphisme des symptômes chez l’homme selon le caractère aigu ou non de l’évolution :
- La leptospirose aiguë se caractérise par des successions de phases. Le début de la maladie est brutal avec une forte fièvre et un syndrome pseudo-grippal qui va se résoudre spontanément ou s’aggraver par la colonisation des différents organes par la bactérie. Le syndrome ictéro-hémorragique est un des plus pathognomonique et peu apparaitre dès le cinquième jour. Le syndrome rénale (insuffisance rénale aiguë) va provoquer une augmentation forte de l’urémie. Les hémorragies peuvent provoquer des troubles pulmonaires ou digestifs. Un syndrome méningé peut aussi apparaitre avec céphalés, raideur de la nuque et vomissements.
- Il existe des formes purement méningées (exemple de la méningite canicolaire).
- Il existe des formes avec des troubles neurologiques (hallucinations).
- Il existe des formes fébriles.
Il faut garder en tête que c’est une maladie grave pour laquelle on a au minimum 2% de mortalité chez les cas humains hospitalisés.
d) Diagnostic
Le diagnostic peut être direct ou indirect. Pour le diagnostic direct les leptospires sont recherchés dans différents prélèvements selon le stade de la maladie : le sang durant les cinq premiers jours après l’apparition des symptômes ; le LCR durant la première semaine ; Les urines à partir de 10 à 15 jours seulement. Il existe donc ce que l’on appelle une période biologiquement muette. Le diagnostic par mise en culture sur des milieux spécifiques ou par PCR est aussi très employé.
Le diagnostic indirect se fait par sérologie après le huitième ou dixième jour par mise en évidence de la présence d’anticorps agglutinants grâce à un test de microagglutination. Il se réalise dans un laboratoire spécialisé car il nécessite l’entretien d’un grand nombre de souches. Sa sensibilité et sa spécificité sont élevées et il permet de déterminer un sérogroupe ainsi qu’un titre sérique mais il faut prendre en compte le statut vaccinal et savoir qu’il existe des réactions antigéniques croisées entre les différents sérogroupes. 74
e) Traitements chez l’homme
On peut utiliser la pénicilline ou les cyclines (plus efficaces), toujours associées à un traitement symptomatique.
Il existe un vaccin monovalent chez l’homme contre le sérogroupe Icterohaemorrhagiae uniquement, il est recommandé chez les personnes les plus exposées.
2.3.3.6. Ophionyssose[8,35,38,47,74,75]
a) Agent causale
C’est une maladie parasitaire due à Ophionyssus natricis, un arthropode de la famille des acariens, appartenant au sous-ordre des Mesostygmates et à la famille des Macronyssidae. C’est le parasite hématophage que l’on retrouve le plus fréquemment chez les reptiles, principalement les lézards et serpents en captivité mais aussi chez des espèces sauvages.
Une femelle qui ne s’est pas encore nourris mesure environ 600 µm de long et peut atteindre 1300 µm de long après un repas de sang. Sa couleur varie alors du brun au marron voire rouge et son poids peut être multiplié par 15. Le mâle est beaucoup plus petit que la femelle et moins présent dans le cycle.
b) Epidémiologie
C’est un parasite externe obligatoire présent dans le monde entier. Son cycle de développement comprend 5 stades différents qui sont : œuf, larve, protonymphe, deutonymphe puis adulte. Ce cycle va durer en moyenne 10 à 32 jours, le parasite vit environ 40 jours au total. La femelle va faire deux à trois repas de sang, après chaque repas elle quitte l’hôte pour aller pondre jusque 80 œufs dans l’environnement même du reptile, ses œufs sont déposés dans une fissure ou un endroit rugueux à l’abris de la lumière. Les œufs fertilisés vont donner naissance à des femelles, les mâles sont produits par parthénogénèse. Les œufs vont donner les larves puis les autres stades, seuls les protonymphes et les adultes vont se nourrir sur le reptile, les stades larve et deutonymph sont éphémères. La Figure 13 illustre ce cycle parasitaire.
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Figure 13: Cycle parasitaire d’Ophionyssus et modalités de transmission à l’homme
Le parasite se loge préférentiellement au niveau de la tête et du cou de l’hôte, il va se mettre entre les écailles, se grouper autour des ouïes ou se placer dans le sillon entre la lunette et l’écaille périoculaire. Il apparait sous forme d’un point noir ou rouge entre les écailles.
Atteignant surtout les serpents et plusieurs lézards ils affectent les terrariums un peu humides, avec de nombreuses cachettes et qui ne sont pas nettoyés régulièrement. Les animaux débilités par maladie, carence ou problème d’environnement sont plus sujets à attraper ce parasite. L’homme peut tout aussi être atteint lors de manipulation de reptiles fortement infestés.
c) Symptômes
Chez les reptiles : Le parasite est visible sur l’animal qui va se gratter ou se contorsionner contre les vitres du terrarium ou les éléments du décor pour essayer de s’en débarrasser. Il ne faut pas confondre cela avec une maladie neurologique. Les blessures induites vont aller de l’érosion des écailles à l’ulcération avec parfois des abcès graves. L’animal peut devenir apathique et anorexique. Les parasites présents près de l’œil peuvent provoquer une conjonctivite œdémateuse et suintante. Des cellules inflammatoires peuvent venir s’infiltrer au niveau des points d’attaches du parasite provoquant une forte réaction. Enfin le parasite étant hématophage une forte infestation peut conduire à une anémie.
Ophionyssus est également un vecteur pour des bactéries pathogènes telles que Proteus, Aeromonas hydrophila, ainsi que pour des virus (exemples : le rétrovirus de la Maladie des Corps d’Inclusions des Boïdés, le paramyxovirus). Ainsi que pour des hémotozoaires (exemple : hémogrégarines Karyolysus).
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Chez l’homme : Les symptômes vont se manifester au niveau cutané de manière focal. Après une piqure peut apparaître des éruptions papulaires, érythémateuses, plus ou moins bulleuses, localisées avec parfois une croute qui peut saigner et durer plusieurs mois si ce n’est pas traité.
d) Diagnostic
Le diagnostic se fait par observation à l’œil nue du parasite sur le reptile, par une observation sous microscope après un scotch-test, ils sont reconnaissables par leur corps arrondi.
e) Traitements chez l’homme et chez les reptiles[13]
Le traitement de l’homme est symptomatique avec des soins locaux et passe par l’éradication du parasite chez le reptile. Il faut jeter tout élément du décor sans valeur et laver à la javel en rinçant bien le reste du vivarium. Il est difficile de l’éliminer totalement. Le traitement antiparasitaire peut se faire à l’aide de Fipronil en pipette (version pour petits animaux moins concentrée) que l’on peut appliquer à l’aide d’un gant ou d’un pinceau sur le corps du reptile, particulièrement sur les zones où la peau est moins protégée par les écailles comme le cou. Attention de ne pas surdoser chez les petites espèces. L’Ivermectine à la dose de 0,2mg/kg[13] en injection intramusculaire ou intradermique est très efficace mais ne doit surtout pas être utilisée chez les tortues, les caméléons, les scinques, les crocodiliens et utilisée avec précaution (diminuer les doses et répéter les traitements) chez les iguanidés et les colubridés. On peut aussi diluer 10 mg d’Ivermectine dans 1L d’eau et l’appliquer sur l’animal et le pulvériser dans le vivarium. L’association Moxidectine et Imidaclopride en version "pour petits chats de 4kg ou moins" fonctionne aussi très bien dans le produit ADVOCATE® en appliquant 4 gouttes/100g de poids vif.
Il est aussi décrit l’utilisation d’un autre acarien prédateur naturel d’Ophyonissus qui est Cheyletus eruditus, évitant ainsi l’utilisation de produits synthétiques.
2.3.3.7. Yersiniose[32,33,62,76]
a) Agent causale
Le genre Yersinia appartient à la famille des Enterobacteriaceae, ce sont des coccobacilles de petite taille, Gram négatifs, mobiles pour des températures autour de 20°C, qui possèdent une β-galactosidase et sont à métabolisme anaérobie facultatif. Leur température optimale de croissance se situe à environ 28°C.
On connait trois espèces qui sont pathogènes pour l’homme : Y. pestis (agent de la peste), Y. pseudotuberculosis (agent de la pseudotuberculose) et Y. enterocolitica. Nous ne parlerons ici que des deux dernières qui sont retrouvées chez les reptiles.
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b) Epidémiologie
Yersinia enterolitica : Ce sont des bactéries présentes dans les sols, l’eau ou qui commensales du tube digestif de nombreuses espèces sauvages et domestiques (certaines souches peuvent être à la fois saprophytes et commensales). Elles peuvent survivre plusieurs mois dans l’environnement (jusqu’à 540 jours dans le sol), les aliments, les végétaux et les eaux non traitées. Initialement on considérait cette bactérie comme un agent d’une maladie commune à l’animal et à l’homme dont le réservoir était le milieu extérieur. Les premiers cas d’épizooties sont décrits dans les année 1960-1970 principalement chez des rongeurs et des lagomorphes. Le portage asymptomatique est décrit chez de nombreuses espèces[33]. Cette maladie a un caractère saisonnier marqué et sévit surtout entre le mois d’octobre et le mois de mai car elle est capable de se multiplier à des températures de 4°C (comme dans les réfrigérateurs !). Les reptiles se contaminent par le milieu extérieur et vont excréter le bacille dans leurs fèces. L’homme se contamine par contact direct avec l’animal ou son environnement souillé comme illustré dans la Figure 14.
Figure 14: Principales modalités de contamination humaine par Yersinia enterolitica
Yersinia pseudotuberculosis : Présente dans le monde entier c’est une espèce commensale du tube digestif de différentes espèces de mammifères (surtout rongeurs, lagomorphes et ruminants), reptiles, oiseaux, domestiques, sauvages ou de parcs zoologiques. Elle survie bien dans l’environnement et va être à l’origine d’un portage latent chez les individus contaminés. Les reptiles se contaminent par ingestion de proies qui sont infectées et vont alors l’excréter dans leurs fèces et souiller l’environnement comme l’illustre la Figure 15. C’est une maladie qui se déclare à la suite d’un stress de l’organisme avec baisse des défenses immunitaires.
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Figure 15: Principales modalités de contamination humaine par Yersinia pseudotuberculosis
c) Symptômes
Chez les reptiles : Peu de symptômes sont décrits, ces animaux sont plutôt porteurs sains de Y. pseudotuberculosis et pour Y. enterocolitica et vont les excréter dans l’environnement.
Chez l’homme : Les symptômes sont identiques pour Y. pseudotuberculosis et pour Y. enterocolitica, elles sont entéro-invasives avec un tropisme pour les tissus lymphoïdes. On note tout de même que la pseudotuberculose va surtout s’exprimer chez les jeunes garçons et va rester plus latente chez les filles. Il y a plusieurs formes de la maladie :
- L’entérocolite (60% des cas) prédomine chez les jeunes enfants. Elle s’exprime par de la diarrhée avec plus ou moins de douleurs abdominales et de fièvre.
- L’adénite mésentérique : va mimer une crise d’appendicite très forte chez les jeunes garçons.
- L’iléite terminale aiguë : plus spécifique de Y. enterocolitica.
- L’érythème noueux : survient après une première phase de diarrhée accompagnée de douleurs abdominales et d’une légère fièvre. Y. enterocolitica sera plutôt responsable de cette forme chez les femmes à l’âge adulte et Y. pseudotuberculosis chez les garçons de moins de 20 ans.
- Une sépticémie grave peut survenir chez des sujets particuliérement affaiblis (personnes âgées, cirrhotiques, diabétiques, hémopathiques…).
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- Il existe d’autres formes : polyarthrite aiguë, ostéites, formes cutanéo- ganglionnaires ou suppurations.
d) Diagnostic
L’isolement et la culture à partir de selles du patient permettent d’avoir un diagnostic et surtout de pouvoir distinguer quelle espèce de Yersinia est présente. On peut aussi avoir recours à une sérologie avec séro-agglutination mais il faut suivre l’évolution des anticorps avec au minimum deux examens pendant deux semaines.
e) Traitements chez l’homme
Quel que soit leur origine ou la souche mise en évidence le traitement chez l’homme requière l’utilisation d’antibiotiques comme la streptomycine, les tétracyclines, le chloramphénicol, les nitrofuranes et des sulfamides.
2.3.3.8. Mélioïdose[32,33,83,92]
a) Agent causale
Cette maladie est causée par Burkholderia pseudo mallei ou « Bacille de Whitemore ». C’est un bacille Gram négatif, capsulé, mesurant 0,5-1 µm de large sur 1-5 µm de long. Son métabolisme est aérobie stricte, il est oxydase positive et catalase positive. Mobile grâce à un flagelle polaire il est nutritionnellement non exigeant avec un optimum thermique autour de 37°C.
b) Epidémiologie
C’est une maladie primitivement exotique localisée en Extrême-Orient qui s’est ensuite répandue dans plusieurs pays dont la France avec une première apparition en 1975 au jardin des plantes à Paris[33]. Cette maladie peut atteindre tous les mammifères domestiques et sauvages (notamment les chevaux), ainsi que les oiseaux, les reptiles (le crocodile est très concerné) et l’homme. Soupçonnée d’avoir une vie saprophytique elle est très résistante dans le milieu extérieur (peut survivre un mois dans la poussière, six mois à 5°C dans le sol) et semble pouvoir s’y multiplier. On peut la trouver dans les eaux douces, les sols humides et les boues.
La contamination peut se faire par la souillure d’une plaie cutanée existante ou par les muqueuses à partir de l’environnement ou d’un reptile contaminé comme illustré dans la Figure 16.
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Figure 16: Principales modalités de contamination humaine par les agents de la mélioïdose
C’est une maladie hydrotellurique pour l’homme et l’animal, classée comme germe de risque de niveau 3 agent de guerre bactériologique. Un des principaux facteurs de risques identifié pour développer la maladie semble être le diabète.
c) Symptômes
On distingue trois formes de mélioïdose qui sont semblables chez l’homme et les reptiles :
- Une forme latente : plus décrite chez les reptiles, elle peut perdurer pendant des années avec séroconversion et devenir subitement active. Aucun facteur déclenchant n’a été clairement identifié.
- Une forme chronique localisée : d’évolution lente, se manifeste par la présence de nombreux abcès disséminés dans différents organes comme les reins, la rate, la prostate, les os et les articulations. Les signes sont locaux ou généraux avec parfois des suppurations accompagnées de pseudotubercules ganglionnaires et une baisse progressive de l’état général.
- Des formes aiguës et suraiguës : forme septicémique classique, septicopyohémique rapidement mortelles ou forme pulmonaire très grave qui peut évoluer en forme chronique.
d) Diagnostic
Le diagnostic se fait par un isolement du germe par culture à partir de lésions, de pus d’abcès ou d’hémocultures avec une sensibilité d’environ 90%. Une sérologie par agglutination est aussi possible par exemple associée avec une technique immunoenzymatique ou une technique de fixation du complément.
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e) Traitements de l’homme et des reptiles
Cette bactérie est résistante aux macrolides, aux aminoglycosides, à la rifampicine, aux céphalosporines de 1ére et 2nd génération et à la pénicilline G. Elle est généralement sensible à l’association amoxicilline-acide clavulanique, aux céphalosporines de 3éme génération, au chloramphénicol, aux sulfamides et triméthoprimes.
2.3.3.9. Sparganose[2,38,74,87]
a) Agent causale
La sparganose est une maladie parasitaire causée par des cestodes pseudophyllidiens de la famille des Diphyllobothidés et du genre Spirometra. On parle parfois abusivement de « sparganose » pour décrire la maladie causée par des larves plerocercoïdes du genre Spirometra ou Diphylobothrium sans que l’on connaisse l’adulte impliqué. Ces cestodes ont pour hôte définitif les canidés et félidés (dans de très rares cas l’homme, c’est la spirométrose). Leurs tailles varient de quelques millimètres à plus de 70 cm. Les larves mesures quelques centaines de micromètres à 2-3 millimètres maximum.
Plus ou moins présentes selon les régions, les espèces qui infestent le plus communément l’homme et les reptiles sont Spirometra mansoni, S. erinaceieuropaei, S. theileri et S. proliferum.
b) Epidémiologie[25]
Cette maladie est souvent rapportée en Orient, plus sporadique en Australie, en Afrique et plus rarement aux USA et en Europe où un cas de sparganose humaine cutanée a été décrit en France en 1997[25].
Le parasite a un cycle comprenant au moins deux hôtes intermédiaires, l’hôte définitif étant un chien. Les plerocercoïdes attachées à leur muqueuse intestinale vont produire des œufs excrétés dans les fèces. Les œufs doivent se retrouver dans un milieu aquatique pour éclore et devenir des ciliés mobiles appelés des coracides, ceux-ci doivent êtres ingérés par le premier hôte intermédiaire, des copepodes du genre Cyclops. Ils se développe en larves de premier stade, les procercoïdes, les Cyclops vont ensuite se faire ingérer par le second hôte intermédiaire qui peut être n’importe quel vertébré. Ils se développent alors dans le tissu de cet hôte en plerocercoïdes ou « sparganum » qui vont évoluer en adulte en 10 à 30 jours en se faisant ingérer par l’hôte définitif. Le cycle parasitaire est illustré dans la Figure 17.
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Figure 17: Cycle parasitaire des cestodes du genre Spirometra et modalités de transmission à l’homme
L’homme peut être contaminer par des procercoïdes du premier ou du second hôte intermédiaire et devenir un hôte paraténique. Il peut se contaminer par contact avec les tissus d’un hôte intermédiaire infecté, par migration des larves plerocercoïdes. Ce mode de contamination très particulier peut survenir lors de la manipulation sans protection d’un cadavre ou en préparant de la viande crus de grenouille ou de serpent. Cela est surtout décrit dans des pays aux mœurs particulières, comme la Thaïlande, où la médecine traditionnelle utilise de la viande crue de grenouille ou reptiles comme cataplasme pour diverses blessures.
c) Symptômes
Chez les reptiles : Selon leur régime alimentaire les reptiles peuvent se contaminer par ingestion du premier ou du second hôte intermédiaire. Les symptômes sont dus à la migration des larves plerocercoïdes dans les tissus (souvent les tissus sous-cutanés) pouvant causer des œdèmes et des hémorragies plus ou moins graves.
Chez l’homme[87] : Les symptômes seront aussi dépendants du trajet de migration des larves :
- Sparganose sous-cutanée : forme la plus courante, elle se manifeste par des nodules ou des tuméfactions visibles sous la peau parfois accompagnées d’œdème. Le nodule va croitre au fil du temps et peut finir par gêner.
- Sparganose oculaire : c’est la deuxième plus fréquente, avec des tuméfactions de la paupière accompagnées d’un œdème conjonctivale voir d’une masse intraoculaire.
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Les patients se plaignent généralement d’un fort épiphora, de douleurs oculaires avec prurit et de rougeurs de l’œil.
- Sparganose cérébrale : plus rare, les symptômes vont dépendre de la localisation de la larve, habituellement cela commence par des maux de tête récurrents, avec nausées, pertes d’équilibre, troubles du sommeil, coma voire mort.
- Autres cas : les larves pouvant migrer de façon erratique, on décrit des cas où elles ont été retrouvées dans la cavité pelvienne, les poumons et la cavité cœlomique des patients, parfois sans symptôme.
d) Diagnostic
Le diagnostic se fait par identification visuelle du parasite lors de l’histologie du nodule sous-cutanée ou cœlomique. La coprologie ne permet pas de diagnostiquer cette maladie chez l’homme et les reptiles mais est valable chez les canidés et félidés.
e) Traitements de l’homme et des reptiles
Le traitement de choix sera uniquement chirurgical pour retirer les nodules causés par les larves plerocercoïdes, l’utilisation seule d’anthelminthiques n’est pas efficace.
2.3.3.10. Mycoses[3,38,39,47,52,74,79]
a) Agents
Les mycoses sont des maladies causées par des champignons ou agents fungiques qui regroupent de très nombreuses espèces. Les classes que l’on retrouve chez l’homme et chez les reptiles sont dans la classe des Saccharomycétes (phylum des Ascaromycota) avec pour exemple Candida ; la classe des Eurotiomycètes avec Aspergillus sp. et Trichophyton et la classe des Zygomycetes. La classe des Zygomycetes est divisée en deux ordres, l’ordre des Mucorales (Absidia sp., Mucor sp. et Rhizopus sp.) qui affectent surtout les individus immunodéprimés et l’ordre des Entomophthorales (avec Basidiobolus sp. et Conidiobolus sp.) qui sont responsables d’infections chroniques et sous-cutanées.
b) Epidémiologie
Ils sont souvent saprophytes ou commensaux du tube digestif, des téguments, de la cavité orale, du système respiratoire ou de l’appareil reproducteur des reptiles dans le monde entier. Aussi présent dans le sol, sur les plantes, chez les poissons, les amphibiens, les insectes et plusieurs mammifères.
L’espèce Basidiobolus sp. (surtout Basidiobolus ranarum) sévit en Asie du sud, en Afrique, en Amérique latine et aux USA. Elle est responsable de nombreux cas avérés de granulomatose chez des personnes avec une atteinte primaire des tissus sous-cutanés. Le 84 champignon passe une partie de son cycle dans les intestins des lézards et est libéré sous forme de spores dans les excréments. Il peut ensuite être inoculé par une plaie existante ou à la faveur d’un traumatisme ou d’une piqure d’insecte comme l’illustre la Figure 18.
Figure 18: Principales modalités de contamination humaine par des agents des mycoses
Il faut préciser qu’à ce jour il n’y a pas de publication capable de démontrer de façon certaine la transmission d’un de ces champignons des reptiles à l’homme. Toutefois la forte prévalence de ce parasite chez les reptiles, l’existence d’infections établies chez l’homme avec les mêmes agents étiologiques nous pousse à rester interrogatif quant à une possible transmission[47]. En particulier chez les personnes immunodéprimées qui sont plus sujets à développer ce genre d’infection.
c) Symptômes
Chez les reptiles : Cela va dépendre de la classe de champignon impliqué :
- Eurotiomycètes : ce sont des agents opportunistes commensaux de la peau de nombreux reptiles (retrouvé chez 69% de lézards captifs dans une étude[38]), ils est aussi retrouvé dans leur flore pulmonaire et digestive. Ils infectent surtout le bas appareil respiratoire causant des pneumonies nodulaires ou granulomateuses mais pouvant se disséminer jusqu’au foie, la rate et d’autres organes internes. C’est aussi un agent de dermatites et de lésions cutanées ulcératives voire nécrosantes.
- Saccharomycètes : naturellement présent dans la flore cutanée, respiratoire et digestive des reptiles, ils peuvent être responsables de troubles gastro-intestinaux, d’ulcérations de la région oro-nasale, de rhinites et de pneumonie avec opacifications pulmonaires. Aussi responsables de lésions hépatiques ou de maladies systémiques dans les cas les plus graves.
- Zygomycetes (Mucorales) : souvent présent sur la peau de nombreux reptiles (jusqu’à 19%[38]), ils sont responsables de lésions cutanées et sous-cutanées, de nodules associés parfois à des nécroses de la peau, de la carapace ou des extrémités et des ostéomyélites. 85
Il est cependant difficile de déterminer si le champignon est la cause primaire de l’infection ou s’il a envahi une lésion déjà existante. Il est décrit aussi des cas de zygomycoses avec des nodules dans la paroi intestinale et la trachée. C’est un agent reconnu de pneumonie.
- Zygomycetes (Entomophthorales) : commensaux de la cavité orale et du tube digestif des reptiles il est responsable de lésions cutanées granulomateuses et soupçonné de causer des stomatites et des masses sur les muqueuses.
Chez l’homme[8,33,62] : - Eurotiomycètes : responsables de sinusites, d’aspergilloses pulmonaires, d’asthme, de lésions de teigne suppurée, de verrues, d’alopécie, de lésions cutanées localisées circulaires et érythémateuses ou de plaques.
- Saccharomycètes : font aussi parti de la flore normale oropharyngée, digestive et vaginale. Peuvent être responsable de dermatites, d’infections cutanées locales, d’infections buccales (exemple de la candidose buccale), d’infections anales et vaginales souvent sur un terrain immunitaire diminué. Les lésions peuvent aller de la simple rougeur à l’inflammation et l’ulcération (exemple du « muguet blanc »). Ils peuvent aussi être responsables d’infections systémiques graves.
- Zygomycetes (Mucorales) : l’infection débute souvent au niveau de la muqueuse nasale et des sinus puis va diffuser dans les yeux, les méninges et le cerveau. On décrit une forme rhinocérébrale chez des patients diabétiques. L’infection peut toucher le système pulmonaire, digestif et causer de graves infections sous-cutanées au point d’inoculation.
- Zygomycetes (Entomophthorales) : Basidiobolus ranarum est responsable de maladies granulomateuses en particulier dans le tissu sous-cutané. Conidiobolus spp. est responsable d’infections de la conche nasale, des tissus sous-cutanés de la face, des sinus paranasaux, du péricarde, du médiastin et des poumons.
d) Diagnostic
Le diagnostic se fait par prélèvements sur lésion, calques cutanées, histologie puis mise en culture (c’est le « gold standard ») avec identification en fonction de l’aspect, couleur et vitesse de pousse du champignon.
Une coloration avec observation microscopique sur des prélèvements buccaux ou cutanés peuvent permettre un diagnostic direct mais l’interprétation est toujours délicate pour savoir si c’est l’agent primaire de l’infection, secondaire ou une simple contamination.
e) Traitements de l’homme et des reptiles
On utilise des antifongiques par voie locale ou systémique selon les lésions et les résultats de la culture. On peut utiliser contre les zygomycoses l’association trimethoprime- sulfamethoxazole, l’amphotericine B et de l’iodure de potassium par voie orale. Les autres mycoses peuvent être traitées par l’amphotericine B, le fluconazole ou le voriconazole. 86
2.3.4 Zoonoses transmises par les aérosols
2.3.4.1. Mycobactériose[32,38,47,74]
La mycobactériose est abordée plus en détail (agent étiologique, diagnostic, traitement etc…) dans la partie 2.3.2. Ici sera vu une voie de transmission secondaire de la maladie, de l’animal à l’homme.
Une fois l’infection établie chez l’animal celui-ci va excréter la bactérie par ses sécrétions buccales et respiratoires. Une contamination par voie aérienne peut se faire lors de la manipulation de l’animal ou du nettoyage de sa cage en respirant des poussières contaminées ou des gouttelettes en suspension contenant la mycobactérie comme illustré dans la Figure 20. Si la personne présente déjà une atteinte des voies respiratoires ou un terrain infectieux cela peut favoriser le développement d’une forme respiratoire de mycobactériose.
Figure 19: Principales modalités de contamination humaine par les mycobactéries
2.3.4.2. Pseudomonose[32,38,63]
La pseudomonose est abordée plus en détail (agent étiologique, diagnostic, traitement etc…) dans la partie 2.3.3. Ici sera vu une voie de transmission secondaire de la maladie, de l’animal à l’homme.
Les bactéries ont une bonne résistance dans le milieu extérieur, sec ou humide. Elles peuvent rester sur des surfaces sèches et être mises en suspensions dans l’air par des systèmes de ventilation ou lors de la manipulation d’éléments de l’environnement du reptile. Ces bactéries peuvent aussi très bien résister dans l’eau ou les milieux humides et peuvent se retrouver en suspension dans des gouttelettes qui peuvent être inhalées. Les sécrétions buccales et respiratoire des reptiles contaminés peuvent être la source d’aérosols contenant la bactérie comme illustré dans la Figure 21.
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Figure 20: Principales modalités de contamination humaine par Pseudomonas
Lors de la contamination par inhalation, l’homme (en particulier les personnes affaiblies ou immunodéprimés) vont présenter une forme respiratoire avec développement d’une bronchopneumonie qui peut devenir sévère et s’aggraver en bronchopneumonie nécrosante, sepsis, endocardite…
2.3.4.3. Tularémie[32]
La tularémie est abordée plus en détail (agent étiologique, diagnostic, traitement etc…) dans la partie 2.3.4. Ici sera traitée une voie de transmission secondaire de la maladie, de l’animal à l’homme.
La bactérie est classée comme agent possible de bioterrorisme de catégorie A par le CDC (Center for Diseases Control) car sa diffusion par aérosols (suspension dans l’air ou dans des poussières) est possible à partir d’un milieu contaminé. Une contamination peut se faire via les muqueuses en contact avec la bactérie en suspension (muqueuse respiratoire) comme illustré dans la Figure 22. Cette voie de contamination donne lieu chez l’homme à des formes pulmonaires seules ou à des formes pulmonaires avec complications, syndrome grippal…
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Figure 21: Modalités de contamination aérienne par les agents de la tularémie
Un cadavre de reptile mort de tularémie peut être à l’origine de poussières contaminées (exemple de deux jeunes garçons aux USA qui ont développé une forme pulmonaire de tularémie après avoir passé une tondeuse à gazon sur le cadavre d’un lièvre)[33].
2.3.4.4. Leptospirose[32,33,35,38]
La leptospirose est abordée plus en détail (agent étiologique, diagnostic, traitement etc…) dans la partie 2.3.5. Ici sera traitée une voie de transmission secondaire de la maladie, de l’animal à l’homme.
Les leptospires sont excrétées en grande partie par les urines de l’individus infecté lors d’atteinte rénale avancée. Mises en suspension ces urines peuvent représenter un mode de contamination par voie aérienne pour l’homme. Les bactéries vont alors pénétrer dans l’organisme par les muqueuses (nasales, buccales, respiratoires) et développer l’infection comme illustré dans la Figure 23.
Figure 22: Modalités de contamination aérienne par les agents de la leptospirose
Le risque est tout de même faible bien que certains substrats de terrarium soient très poussiéreux. Ce risque est d’autant plus important que la population d’individus atteints est
89 grande. Dans les élevages où plusieurs individus contaminés cohabitent et si les conditions hygiéniques ne sont pas optimales, des gouttelettes d’urines avec la bactérie peuvent être mises en suspension du fait du grand nombre d’individus excréteurs.
2.3.4.5. Zygomycose[47,74]
La zygomycose est abordée plus en détail (agent étiologique, diagnostic, traitement etc…) dans la partie 2.3.11. Ici sera vu une voie de transmission secondaire de la maladie, de l’animal à l’homme.
Les zygomycoses (causées par la classe des Zygomycetes) sont des mycoses qui vont être transmissibles par voie aérienne. Le champignon peut être présent naturellement dans l’appareil respiratoires de certains reptiles mais son développement sera plus important chez un individu malade ou qui exprime des signes cliniques respiratoires. Les spores peuvent alors être excrétées avec les sécrétions nasales ou buccales du reptile et mises en suspension dans l’air (illustré par la Figure 24). Elles sont très résistantes dans les poussières. L’homme pourrait alors se contaminer par inhalation de ces poussières ou de ces spores.
Figure 23: Principales modalités de contamination humaine par des zygomycoses
Les mycètes de l’ordre des Entomophthorales sont responsables chez l’homme (immunodéprimé) d’atteinte du haut et du bas appareil respiratoire ainsi que du médiastin et du péricarde. Les mycètes de l’ordre des Mucorales sont plutôt responsables de la forme rhinocérébrale chez l’homme avec atteinte nasale, des sinus et de l’encéphale.
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2.3.5. Zoonoses transmisses par des vecteurs
2.3.5.1. Tularémie[32,33,38,63]
La tularémie est abordée plus en détail (agent étiologique, diagnostic, traitement etc…) dans la partie 2.3.4. Ici sera vu une voie de transmission secondaire de la maladie, de l’animal à l’homme par un vecteur.
Plusieurs arthropodes piqueurs retrouvés en Europe peuvent jouer le rôle de vecteur de la tularémie, on retrouve les tiques dures (Dermacentor vecteurs biologiques) qui peuvent également entretenir le germe. Les moustiques et les tabanidés (taons plutôt aux Etats-Unis) sont surtout des vecteurs mécaniques. Le passage de la bactérie à travers la peau saine est alors facilité par le vecteur et l’homme (illustré par la Figure 25) développe principalement une forme ulcéro-ganglionnaire (ulcère cutané au point d’inoculation, réaction des ganglions satellites et fièvre) ou ganglionnaire pure.
Figure 24: Modalités de contamination vectorielle par les agents de la tularémie
Aujourd’hui on compte en Europe de plus en plus de ces cas de tularémie par piqure d’arthropodes avec une augmentation des cas en fin d’été et début d’automne.
2.3.5.2. Togavirose[33,38,47,74]
Dans cette partie nous allons traiter de trois maladies qui concernent l’homme et les reptiles : l’encéphalite équine de l’Est, l’encéphalite équine de l’Ouest et l’encéphalite équine du Venezuela.
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a) Agents responsables
Les virus responsables de l’encéphalite équine de l’Est, de l’encéphalite équine de l’Ouest et de l’encéphalite équine du Venezuela appartiennent à la famille des Togavirus et au genre Alphavirus. Ils sont sphériques, de petites tailles (entre 50 et 80 nm de diamètre) pouvant ainsi réaliser un passage transplacentaire. Leur génome est constitué d’un ARN simple brin positif à réplication rapide dans le cytoplasme, avec une capside icosaédrique et une enveloppe épaisse qui va les protéger dans le milieu extérieur. Ce sont des arboviroses, transmisses par les moustiques ou d’autres arthropodes hématophages.
b) Epidémiologie[12,14]
Ces maladies sont principalement présentes en Amérique mais certaines études sérologiques parlent de la présence de ces virus en Europe de l’Ouest et du Nord[33]. Ce sont initialement des maladies des oiseaux de l’ordre des Passériforme (Moineaux) qui peuvent atteindre le cheval et l’homme avec comme vecteur clef les moustiques (une espèce en particulier Culex tarsalis).
Etant très sensibles, les oiseaux vont présenter une virémie importante permettant au virus de passer dans le moustique pendant un repas de sang. C’est aussi le cas chez les reptiles, mais la virémie va varier avec la température de leur corps. Durant l’hibernation la virémie sera très basse puis va remonter fortement au printemps permettant aux moustiques de s’infecter de nouveau. Les virus vont alors pouvoir passer du reptile aux moustiques et vice-versa comme illustré dans la Figure 26. L’homme et le cheval vont présenter une virémie trop basse durant la maladie ce qui en font des culs de sac pour le virus.
Figure 25: Principales modalités de contamination humaine par les togavirus
92
L’importance de ces maladies va dépendre de la saison, du climat qui doit être favorable aux moustiques et de la présence des oiseaux et des reptiles comme réservoirs potentiels. Les sérologies ont montré la présence de ces deux maladies chez des serpents, des tortues et des lézards[14]. Le risque est particuliérement élevé pour les reptiles qui ont un accès à l’extérieur et lors d’épisodes d’épizootie chez les chevaux et les hommes aux alentours.
c) Symptômes
Chez les reptiles : Bien que la virémie ait pu être démontrée, il n’y a pas de symptômes qui ont pu être décris à ce jour chez les reptiles.
Chez l’homme : Les symptômes peuvent passer inaperçus ou bien lors de la phase de virémie on peut observer un syndrome fébrile algique peu caractéristique allant de la simple fièvre à un syndrome grippal. Ces symptômes vont durer quelques jours puis, soit disparaitre, soit évoluer vers une forme plus grave d’encéphalite ou méningo-encéphalite due au neurotropisme de ces virus.
d) Diagnostic
On peut cultiver les virus sur œufs embryonnés, sur cellules de vertébrés ou d’invertébrés mais l’absence de réaction cytoplasmique oblige à utiliser ensuite une technique ELISA ou d’immunofluorescence pour les mettre en évidence.
Une RT-PCR avec un séquençage sur un prélèvement sanguin ou de tissus de la personne ou de l’animal malade sont aussi possible.
La sérologie peut aussi être employée mais elle nécessite une étude cinétique des anticorps sur au moins deux prélèvements à 15 jours d’intervalle et les nombreuses réactions avec les antigènes d’autres arboviroses obligent à passer par des laboratoires hautement spécialisés.
e) Traitements de l’homme
Le traitement ne pourra être que symptomatique fasse à une infection virale et hygiénique.
2.3.5.3. West Nile Virus[33,38,47,74]
a) Agent causale
C’est un Flavivirus appartenant à la famille des Flaviviridea responsable de la fièvre du Nil occidentale. Il est sphérique, à capsule icosaédrique, enveloppé avec un ARN positif simple brin et mesure entre 40 et 60 nm de diamètre. Sa réplication est rapide et intracytoplasmique
93 sans formation de corps d’inclusions. C’est une arbovirose transmise essentiellement par des moustiques de la famille des Culex.
b) Epidémiologie
C’est un virus émergent, présent aux USA, en Europe, en Russie, au Moyen-Orient, en Afrique et en Asie. Il s’est manifesté pour la première fois en France en Camargue, dans les années soixante, chez des chevaux et chez plusieurs personnes présentant un syndrome grippal. Les cas se sont étendus ensuite jusqu’au Pyrénées Orientales[33].
Le principal réservoir du virus est constitué par les oiseaux sauvages et domestiques (pigeons, moineaux, héron, rapaces…), la transmission se fait par des arthropodes piqueurs et en particulier des moustiques Culex ce qui explique son caractère saisonnier. Cela est illustré dans la Figure 27.
Figure 26: Principales modalités de contamination humaine par le West Nile Virus
Des études sérologiques ont permis de voir que les reptiles (surtout les Crocodiliens) pouvaient aussi servir d’hôte et amplifier la réplication du virus. En effet un cas marquant concerne une ferme aux alligators dans le Mississipi en Floride où plusieurs milliers d’animaux sont morts sur la période de Septembre à Octobre 2002. Le virus a été retrouvé dans du tissus neural et une virémie fut mise en évidence chez des animaux testés[47]. Cette maladie est ainsi responsable de morts chez les oiseaux, les chevaux, les reptiles et les hommes[34].
c) Symptômes
Chez les reptiles : Une virémie peut être découverte sans symptômes associés. Dans les autres cas on peut observer des signes neurologiques avec léthargie, dépression et anorexie. Lors de l’autopsie les 94 lésions significatives sont une méningoencéphalomyelite lymphoplasmocytaire avec des nécroses hépatiques et spléniques et une dégénération du myocarde. On peut aussi rencontrer des glossites et des stomatites nécrosantes.
Chez l’homme : Cette maladie provoque un syndrome fébrile d’apparition soudaine avec quelques fois un exanthème et une plyadénie. Dans 10% des cas l’évolution va se faire en deux phases avec une seconde phase fébrile à 1 ou 2 jours d’intervalle[33]. Quelques cas vont développer une forme neuro-invasive pouvant être mortelle.
d) Diagnostic
On peut cultiver les virus sur œufs embryonnés, sur cellules de vertébrés ou d’invertébrés mais l’absence de réaction cytoplasmique oblige à utiliser ensuite une technique ELISA ou d’immunofluorescence pour mettre en évidence les virus.
L’identification est aussi possible par RT-PCR avec un séquençage sur un prélèvement sanguin ou de tissus du malade.
La sérologie peut aussi être employée mais elle nécessite une étude cinétique des anticorps sur au moins deux prélèvements à 15 jours d’intervalle et les nombreuses réactions avec les antigènes d’autres arboviroses obligent à passer par des laboratoires hautement spécialisés.
e) Traitements de l’homme et des reptiles
Le traitement ne pourra être que symptomatique fasse à une infection virale et hygiénique.
2.3.6. Zoonoses transmises par la consommation de produits animaux
Cette partie traite d’une voie de transmission plus anecdotique pour les populations vivant en Europe, la consommation de viande de reptile n’est pas répandue dans les mœurs. Cette partie sera plutôt destinée aux personnes qui sont susceptibles de voyager dans des pays où la consommation de viande de reptile est plus courante comme en Asie, en Océanie voir en Amérique. Certaines des maladies traitées dans cette partie ont déjà été abordées dans les parties précédentes avec une autre voie de transmission.
2.3.6.1. Mesocestoïdose[4,24,38,46,74]
a) Agent causale
C’est une maladie parasitaire causée par un vers plat de la classe des Cestodes, de l’ordre des Cyclophylidea et de la famille des Mesocestoididea. Leur zone de fixation en partie
95 antérieur (scolex) possède une importante paroi musculaire et quatre appareils suceurs arrondis qui sont dépourvus de rostre contrairement aux autres espèces de vers plats. Leur corps est mince (entre 1 et 2 mm) et sa longueur ne dépasse pas 25 cm. Dans les proglotides gravides, l’organe génital contient des centaines d’oncosphères (20-40 µm) aussi appelées larves hexacanthes. La forme métacestode est blanche, aux contours irréguliers avec quatre appareils suceurs souvent invaginés, mesurant entre 1 et 7cm et est plus large en partie antérieur que postérieur.
Environ 27 espèces sont décrites mais sans certitude de savoir si ce sont toutes bien des espèces distinctement établies. Des exemples d’espèces bien définies chez l’homme et les reptiles sont Mesocestoïdes vogae, M. litteratus et M. lineatus.
b) Epidémiologie
Présent dans le monde entier, à l’exception de l’Océanie, ce sont des parasites communs des animaux sauvages et domestiques et moins de l’homme (à ce jour au moins une trentaine de cas humains dans le monde)[24]. On les rencontre chez des oiseaux, des mammifères (chiens, chats et furets) et des reptiles. Les adultes sont plutôt des parasites des intestins des oiseaux et des mammifères, les immatures (métacestodes) sont retrouvés dans des cavités du corps de nombreux vertébrés dont les reptiles.
Le cycle des mesocestoïdes nécessite l’intervention de trois hôtes différents : l’hôte définitif (canidé, félidé et mustélidé) excrète dans ses fèces les proglotides, un invertébré non encore bien identifié va alors ingérer les oncosphères qui donneront des larves primaires. Une fois ingérées par l’hôte secondaire (petit mammifère, oiseaux, reptile etc…), les larves secondaires appelées tétrathyridium ou métacestode vont se développer et devenir infestantes. Les larves sont aussi capables de se répliquer de façon asexuée. Le cycle est résumé dans la Figure 28.
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Figure 27: cycle parasitaire de la mesocestoïdose
La transmission se fait le plus souvent par ingestion de viande, d’abats, crus ou mal cuits, de reptile infesté parfois en raison de croyances locales ou de médecines traditionnelles.
c) Symptômes
Chez les reptiles : Les larves tetrathyridia sont retrouvées dans les intestins et en position extra-digestive. Des larves ont été retrouvées dans le foie, le cœlome, le mésentère et même le pancréas. La réponse inflammatoire de l’hôte est minimale et les signes cliniques sont associés à la défaillance de l’organe concerné.
Chez l’homme : Comme dit précédemment les infections sont rares, les cas rapportés présentaient de la diarrhée, des troubles gastro-intestinaux et de l’anémie. Le signe clinique le plus remarquable étant la présence de vers dans les selles.
d) Diagnostic
Le diagnostic se fait par détection des œufs ou des proglotides par coproscopie de flottaison sur des échantillons de selles. L’identification se fait par observation et caractérisation morphologique au microscope. Les adultes ne sont pas détectables par flottaison mais peuvent être visibles sur les selles fraiches.
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Les larves acéphaliques sont plus difficiles à détecter et ont nécessité la mise au point de techniques de diagnostics moléculaires. Seule la PCR est utilisée, sur des échantillons de selles ou sur des larves retirées chirurgicalement. Cela permet de détecter la présence de mesocestoïdes mais aussi de les distinguer des larves de Tænia ou Dipylidium.
e) Traitements chez l’homme et chez les reptiles[24,38,63,80]
Le traitement complet implique une exérèse chirurgicale avec un traitement anthelminthique. Le traitement médical des mammifères implique le fenbadazole, à haute dose : 100 mg/kg deux fois par jour durant 28 jours consécutifs, ou le praziquantel, le problème étant la mauvaise efficacité de la molécule sur les larves extra-digestives. On peut imaginer aussi utiliser le fenbadazole chez les reptiles. Le praziquantel semble être efficace également chez les humains (dose de 10mg/kg en une ou deux prises), ainsi que la paromomycine.
2.3.6.2. Sparganose[2,38,74,87]
La sparganose est abordée plus en détail (agent étiologique, diagnostic, traitement etc…) dans la partie 2.3.10. Ici sera traitée une voie de transmission secondaire de la maladie, de l’animal à l’homme.
Les reptiles peuvent servir de second hôte intermédiaire pour la sparganose en ingérant des crustacés qui contiennent les larves procercoïdes et qui vont se transformer en plerocercoïdes. Les « sparganum » vont ainsi se localiser préférentiellement dans le tissu sous- cutané et conjonctif des reptiles. La consommation de viandes ou de préparation à base de viandes de reptile qui seraient insuffisamment cuites peut conduire à la sparganose, l’homme sert alors d’hôte paraténique comme illustré dans la Figure 29.
Figure 28: Cycle parasitaire de la sparganose 98
Les larves vont sortir du tube digestif pour migrer dans différents endroits du corps (notamment le sous-cutané, les yeux, le cerveau).
2.3.6.3. Listériose[32,33,63]
La listériose est abordée plus en détail (agent étiologique, diagnostic, traitement etc…) dans la partie 2.2.3. Ici sera traitée une voie de transmission secondaire de la maladie, de l’animal à l’homme.
La bactérie est naturellement présente dans le système digestif de certains reptiles et est un contaminant fécal. Si les règles d’hygiènes ne sont pas respectées (contamination de la viande par des matières fécale lors de l’éviscération) ou s’il y a un non-respect de la chaine du froid (la bactérie peut encore se développer à des températures entre 0 et 6°C), la consommation du produit final est dangereuse. De même une mauvaise cuisson de la viande ou de la préparation peut être à l’origine de l’ingestion de suffisamment de bactéries (au moins 100 cellules de Listeria monocytogenes pour 1 g d’aliment par exemple[32]) pour déclencher une infection digestive. Tout cela est illustré dans la Figure 30.
Figure 29: Modalités de contamination alimentaire par les agents de la listériose
2.3.6.4. Pentastomidose[38,47,74]
La pentastomidose est abordée plus en détail (agent étiologique, diagnostic, traitement etc…) dans la partie 2.2.4. Ici sera traitée une voie de transmission secondaire de la maladie, de l’animal à l’homme.
Lorsqu’un reptile ingère des œufs contenant des larves infestantes ou une proie contenant des nymphes enkystées de pentastomes celles-ci vont migrer hors du tube digestif pour aller se loger dans son système respiratoire. Certaines larves vont migrer de façon erratique et vont s’enkyster à différents endroits du corps du reptile (muscle, organes abdominaux, etc…).
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L’ingestion par un humain de viandes crues ou males cuites de reptiles infectés par des pentastomes peut donner lieu à une infestation. Les larves vont quitter le système digestif et peuvent migrer dans l’œsophage ou le pharynx, causant des œdèmes, des dysphagies, de la toux et parfois des nausées comme illustré dans la Figure 31.
Figure 30: Modalités de contamination alimentaire par les pentastomides
Elles peuvent aussi migrer dans le système digestif de l’homme (plutôt le genre Armillifer d’Afrique), dans le foie, le mésentère causant des coliques et des diarrhées. En Asie on rencontre des cas de pentastomidoses sous-cutanées après ingestion de lézards vivants pour différentes raisons thérapeutiques (cas de Raillietiella et Sebekia)[56].
2.4. Prévention des zoonoses chez les détenteurs/manipulateurs de reptiles
2.4.1. Les conditions favorisant la transmission[8,32,47,63]
Plusieurs conditions peuvent augmenter le risque de transmission à l’homme d’agents pathogènes comme ceux que nous avons vu dans les parties précédentes :
- Certaines conditions environnementales dans lesquels vivent certains reptiles sont très favorables au développement bactérien. C’est le cas lorsque les températures sont élevées (entre 25 et 35 °C) et lorsque le taux d’humidité dépasse les 70% pour les espèces qui vivent en milieu tropicale à semi-tropicale (caméléons, iguanes et certains Boïdés). Les sources de bactéries peuvent être les déjections des animaux, la nourriture non consommée ou certains substrats humides. Les milieux aquatiques sont aussi des terrains de prédilection pour les bactéries. Les déjections des reptiles et la nourriture vont rapidement se diluer dans l’eau et les bactéries et parasites vont y être dispersées voir s’y multiplier.
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- Une hygiène insuffisante va favoriser le développement bactérien et la pression parasitaire. C’est le cas lorsque trop d’individus sont présents dans un espace réduit. Ou bien lorsque les déjections et les débris alimentaires ne sont pas régulièrement ramassés et sont répandus dans l’habitacle. L’hygiène personnel est aussi importante car beaucoup de particulier n’en ont pas suffisamment conscience.
- L’origine des animaux peut être un risque supplémentaire. S’ils ont été prélevés dans la nature ils sont potentiellement porteurs d’un microbisme particulier et ils sont plus susceptibles d’être porteur de parasites internes et/ou externes comparé aux reptiles élevés en captivité. Il faudra donc être plus prudent lors de la manipulation de ces animaux et veiller à ce que leur introduction soit précédée d’une quarantaine avec des examens coproscopiques.
2.4.2. Les principales situations à risque en fonction des catégories
2.4.2.1. Les parcs zoologiques
Dans les parcs zoologiques la présence d’un grand nombre d’animaux peut augmenter le risque infectieux si l’espace disponible est réduit. Les soigneurs sont directement au contact d’un environnement possiblement contaminé par des espèces très exotiques avec un microbisme particulier. Ces animaux sont peu manipulés en dehors des changements d’habitacles, des transferts entre parcs zoologiques ou de mise en quarantaine pour des soins.
Le risque zoonotique provient plutôt de la transmission indirecte d’agents pathogènes par le milieu contaminé (eau, déjections, poussières, etc…) auquel le soigneur est en contact parfois plusieurs fois par jours selon les tâches à réaliser. La pression du travail à effectuer, pouvant être importantes dans des grandes structures, cela peut conduire à un moindre respect des règles d’hygiènes. Il peut exister aussi un risque infectieux ou parasitaire lors de l’introduction d’un nouvel individu provenant d’une saisie ou d’un prêt par un autre parc zoologique, une quarantaine stricte doit être mise en place pour diminuer ce risque. Le risque d’infection suite à une blessure physique est aussi très important.
2.4.2.1. Les élevages
Le risque sanitaire dans un élevage est lié à la présence d’une importante population d’individus hétérogènes dans un espace réduit. Pour limiter les risques parasitaires (propagation de parasites comme le « pou des reptiles » Ophionyssus natricis), des traitements antiparasitaires peuvent être donnés en prévention. Les animaleries non spécialisées dans les reptiles n’ont cependant pas toujours l’habitude de soigner et entretenir ces animaux et n’ont pas toujours des connaissances suffisantes en termes de molécules et protocoles utilisables.
Les éleveurs connaissent bien leurs animaux par observation quotidienne et sont normalement capables de repérer rapidement un animal malade. Ils font aussi attention à éviter la transmission de germes ou parasites d’un individu à l’autre avec une désinfection des mains (exemple : gel hydroalcoolique) entre chaque nettoyage ou chaque manipulation. Les soins
101 dispensés sont cependant parfois limités par le budget qui est attribué à l’élevage et qui ne peut excéder le prix de l’animal.
La pression microbiotique peut donc vite être importante et la transmission d’agents pathogènes facilitée si des mesures sanitaires ne sont pas prises rapidement. Beaucoup de reptiles vendus sont encore issus de prélèvements dans la nature et ils sont potentiellement porteurs de germes et/ou de parasites plus exotiques et en plus grands nombre. Le stress de la capture, du transport et de la vie en captivité peut suffire à induire une baisse d’immunité responsable du développement de ces maladies. Lors de la réception de ces animaux les vendeurs sont possiblement exposés à ces germes et ces parasites. Ils manipulent des reptiles qui étaient parfois encore sauvages il y a peu, ou issus de grandes portés donc peu habitués à l’homme, le risque de blessure physique est aussi important. L’élevage peut être responsable de la vente d’un animal malade ou à risque pour l’homme.
2.4.2.3. Les particuliers
Le principal risque pour leur propriétaire vient souvent d’une mauvaise connaissance du biotope et de l’alimentation nécessaire au maintien en captivité de leur animal. La plupart de ces reptiles nécessitent un environnement artificiel avec des températures, un éclairage, un taux d’humidité, des cachettes et un substrat très particulier. Des conditions environnementales inadaptées conduisent souvent au développement de carences et de maladies par une baisse importante du système immunitaire. L’animal malade est susceptible d’excréter en plus grande quantité des agents pathogènes potentiellement transmissibles à l’homme. Un propriétaire n’étant pas toujours capable de remarquer lorsque son reptile tombe malade.
Enfin le risque de transmission va aussi dépendre de l’éducation à l’hygiène du propriétaire, comme le fait de ramasser régulièrement les déjections en faisant attention à limiter le contact ou alors bien se laver les mains après.
Chez les particuliers le risque de blessure semble diminué car la plupart des espèces que l’on trouve dans le commerce ne sont pas dangereuses. Il faut être cependant plus prudent si le propriétaire présente un statut immunitaire diminué.
2.4.2.3. La pratique vétérinaire
Le vétérinaire, de par sa profession, est le plus souvent confronté à des reptiles en mauvaise santé. Une grande partie des maladies chez les reptiles en captivité est due à une baisse d’immunité de l’animal à cause d’un environnement inadapté. Des germes parfois déjà présents mais en latences vont se développer plus facilement suite à cette baisse d’immunité et la maladie va se déclarer. Les symptômes sont souvent frustres chez les reptiles et les propriétaires peuvent mettre un certain temps avant de décider qu’il faut consulter. Le vétérinaire doit alors manipuler l’animal pour son examen clinique ce qui l’expose directement aux agents pathogènes responsables de la maladie chez le reptile. Certains de ces agents pouvant être transmissibles par contact cutanée, avec les muqueuses, par voie aérienne etc… Il faut que le vétérinaire se protège contre ces germes, par le port de gants ou de masques par exemple
102 selon les signes cliniques de l’animal. Le lavage des mains avant et après chaque manipulation est aussi indispensable, les lotions hydro-alcooliques sont efficaces contre la plupart de ces germes. Il ne faut pas non plus hésiter à éduquer le propriétaire sur ces notions d’hygiènes. L’hospitalisation de ces reptiles malades augmente le temps, donc le risque de transmission de maladie de l’animal au vétérinaire ou au personnel soignant.
2.4.3. Recommandations pour prévenir les risques de transmission[32,85]
a) Mesures hygiéniques
Quelques mesures hygiéniques de base lors de la manipulation de reptiles peuvent permettre de prévenir la transmission d’un grand nombre de maladies :
- L’hygiène des mains qui comprend un nettoyage à l’aide d’un savon pour les mains pendant au moins une minute afin d’éliminer la grande majorité des bactéries, virus et parasites éventuellement présent après avoir touché un reptile ou après avoir nettoyé son vivarium. L’utilisation de solutions hydro-alcooliques est aussi recommandée avec une application d’au moins 30 secondes sur l’ensemble de la surface des mains. On peut aussi se désinfecter les mains avant de toucher le reptile afin d’éviter de perturber sa propre flore.
- Lors du nettoyage du vivarium on peut porter des protections. Cela inclus le port de gants jetables, d’un masque pour éviter de respirer des particules en suspension et éventuellement de lunettes qui couvrent les yeux pour éviter les projections. Il faut éviter de nettoyer le vivarium dans une pièce de la maison non aérée.
- Il faut appliquer des règles d’hygiène de base à tout moment, éviter de toucher sa bouche ou son visage avec ses mains après avoir manipulé un reptile ou des éléments de son environnement sans les avoir lavés. Limiter au maximum le contact des reptiles avec des personnes qui ont un système immunitaire affaiblie (jeunes enfants, personnes âgées, personnes immunodéprimées). Nettoyer les surfaces de la maison qui ont été en contact avec le reptile.
b) Mesures sanitaires[47,48]
Les principales mesures sanitaires concernent le nettoyage régulier des habitacles des reptiles avec l’utilisation de produits ménagers :
- Il faut ramasser régulièrement les excréments des reptiles. Certains reptiles font des selles quotidiennement (caméléons) et d’autre quelques fois par mois (serpents). Il est d’autant plus important d’effectuer ce ramassage après avoir donné un traitement antiparasitaire car l’excrétion peut devenir très importante. Il faut aussi éviter de laisser plus de 24h de la nourriture non consommées dans l’habitacle du reptile car les températures élevées favorisent le développement bactérien.
103
- Le substrat doit être nettoyé au moins une fois par semaine et changé plusieurs fois par an selon sa nature : copeaux à changer quatre fois par an, sable à changer une à deux fois par an, eau d’aquarium à changer une fois par semaine en ne changeant qu’un tiers de l’eau et filtres à nettoyer une fois par semaine.
- Lors du nettoyage complet du vivarium on peut utiliser plusieurs produits ménagers. Il est recommandé de vider le vivarium de tout substrat et décors et de le nettoyer à l’aide de savon (par exemple savon de Marseille) pour enlever les films bactériens. Ensuite on peut appliquer des produits désinfectants tels que l’eau de javel, les ammoniums quaternaires. Il faut ensuite rincer abondamment à l’eau tiède pour désactiver ces produits.
c) Prophylaxie médicale : traitements antiparasitaires[13,30]
Un moyen de limiter la présence de parasites chez les reptiles est d’avoir recours aux traitements antiparasitaires. Ces traitements peuvent être utilisés si l’animal présente des signes cliniques de parasitose, si une coproscopie revient positive ou encore en prévention une ou deux fois par an selon le mode de vie de l’animal. Le Tableau III présente quelques antiparasitaires utilisables chez les reptiles.
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Tableau III : antiparasitaires utilisables chez les reptiles et posologies
Actif sur Actif sur Actif sur Actif sur Nom déposé Molécules Posologie parasites Utilisation nématodes cestodes protozoaires externes Application Moxidectine cutanée (pipette Appliquer sur les parties où Advocate® et pour chat de 4kg oui non non oui les écailles sont Imidaclopride ou moins): fines/renouveller à 10j 1 goutte/60g Toutes les 48h pendant Flagyl® Métronidazole PO: 50-100mg/kg non non oui non 5j/Effet orexigène Application Appliquer sur la peau à l'aide cutanée( pipette Frontline® Fipronil non non non oui d'un gant/Diluer par 5 pour pour petits un spray (tous les 10 jours) animaux) Répeter à 14 jours/ IM IM,SC,ICe: moins efficase/Plutôt 5mg/kg Levisole® Lévamisole oui non non non 10mg/kg chez les tortues/Nématodifuge Application Appliquer sur les parties où Emodepside Profender® cutanée: oui oui non non les écailles sont fines/ne pas et Praziquantel 4gouttes/100g mouiller pendant 48h Donner 3 fois à 3-5 jours Panacur® Fenbendazole PO: 50mg/kg oui certains certains non d'intervalle Répeter à 14 jours/ Jamais PO, IM, SC: Ivomec® Ivermectine oui non non oui chez les tortues, albinos et 0,2mg/kg caméléons Pamoate de Strongid® PO: 5mg/kg oui non non non 2 fois à 14j d'intervalle pyrantel Milbémycine Milbemax® oxime et PO: 0,5mg/kg oui oui non non Praziquantel
3. Etude de Cryptosporidium spp. chez les reptiles maintenus en captivité et risques associés[38,45,47,72,74,88]
Cryptosporidium sp. est un parasite important des reptiles qui peut être responsable de maladies chroniques graves, de diarrhées aigües ou bien de morts rapides. Présent sur tous les continents il est craint dans les élevages pour sa forte morbidité et sa grande résistance dans le milieu extérieur.
3.1. Etiologie[47,74]
3.1.1. Historique de la découverte de la cryptosporidiose chez les reptiles
Historiquement le genre Cryptosporidium fut découvert par Ernest Edward Tyzzer en 1907 par observation au microscope du parasite dans les glandes gastriques d’une souris. Il 105 découvrit et décrit les deux premières espèces de Cryptosporidium de mammifères, Cryptosporidium muris et parvum. La première découverte du parasite chez les reptiles n’arrivât qu’en 1977[11] chez des serpents du zoo de Baltimore et en 1980 il fut nommé Cryptosporidium serpentis par Norman D. Levine. En 1995 une autre espèce de cryptosporidiose de reptile est découverte chez le varan émeraude (Varanus prasinus) par Pavlasek, Lavickova et leur équipe, Cryptosporidium varanii[88]. Cryptosporidium saurophilum fut découvert chez des lézards en 1998 par B. Koudela et D. Modry[43] et aujourd’hui on le considère comme étant en fait Cryptosporidium varanii. La découverte de la cryptosporidiose chez les tortues ne s’est faite qu’en 1986 chez une tortue d’un zoo des USA[40]. Depuis de nombreuses autres espèces ont été découvertes chez les mammifères, les oiseaux et chez les reptiles avec parfois des difficultés à établir un lien phylogénétique. On peut noter aussi la découverte d’espèces de Cryptosporidium de mammifères chez des reptiles dans les années 2000 grâce aux progrès de l’époque en matière de séquençage moléculaire[51].
3.1.2. Description et taxonomie de l’agent Cryptosporidium sp.
L’agent de la cryptosporidiose est un protozoaire du genre Cryptosporidium appartenant à l’embranchement des Apicomplexa, sous-classe des Coccidia, ordre des Eucoccidia. Il peut exister sous deux formes, la forme infestante trophozoïte dans laquelle il mesure environ 5 à 8 µm de diamètre. Dépourvu de flagelles et de cils et se déplace par glissement. Il possède un complexe apical qui joue un rôle dans sa pénétration dans les cellules de l’hôte. Son autre forme, oocyste, est sa forme de dissémination et de résistance dans le milieu extérieur. Les oocystes peuvent êtres sporulés, ils mesurent entre 5 et 6,5 µm de diamètre environ et peuvent possèder une paroi épaisse ou fine. Ils contiennent quatre sporozoïtes nus.
Actuellement pour le genre Cryptosporidium on dénombre un total de 27 espèces distinctes retrouvées chez les mammifères dont l’homme, les oiseaux, les reptiles, les amphibiens et les poissons. Il existe en plus de nombreux autres génotypes qui pourraient être rattachés à ces espèces ou être de toutes nouvelles espèces.
- Chez les reptiles : on connait deux espèces principales de Cryptosporidium qui sont responsables de la maladie, Cryptosporidium serpentis et Cryptosporidium varanii (aussi appelé saurophilum) présentes chez tous les groupes de reptiles.
- Chez l’homme[44] : deux espèces sont fortement responsables de la cryptosporidiose, C. hominis et C. parvum. D’autres espèces de Cryptosporidium de mammifères ont aussi été reconnues comme pouvant être infestantes pour l’homme, C. muris, C. canis, C. felis, C. tyzzeri et C. meleagridis (retrouvés chez les oiseaux).
3.1.3. La cryptosporidiose zoonose
Certaines espèces de Cryptosporidies de mammifères ont montré leur capacité à infecter l’homme. Ces espèces sont donc considérées comme zoonotiques. C’est le cas notamment de C. parvum. La question d’espèces communes aux hommes et aux reptiles se pose aussi. A ce jour aucune espèce de Cryptosporidium de reptile n’a été mise en évidence dans des cas de cryptosporidiose humaine. Mais aucune expérimentation n’a été réalisée pour observer si des 106
Cryptosporidium de reptiles étaient en mesure d’infecter l’homme par contamination orale. Une des seules publications sur le sujet concerne une tentative infructueuse d’infester des souris avec C. serpentis[23].
L’hypothèse que les reptiles ne peuvent transmettre la cryptosporidiose à l’homme est remise en question lors de la découverte d’espèces de Cryptosporidium zoonotiques chez des reptiles. Une étude en particulier[82] a mis en évidence la présence de Cryptosporidium pestis (Cryptosporidium parvum « génotype bovin ») chez des tortues. Cette espèce étant bien responsable de cryptosporidioses chez l’homme, ces tortues représentent donc potentiellement une source de zoonoses. Ces espèces de Cryptosporidium de mammifères ne semblent pourtant pas infectantes pour les reptiles qui ne développent pas la maladie. Une des hypothèses énonce la possibilité d’ingestion d’oocystes par les reptiles lors de leur prise alimentaire, les végétaux pouvant être souillés par des selles de mammifères infectés et excréteurs. On peut aussi retrouver des oocystes de Cryptosporidium zoonotiques chez les petits mammifères qui servent au nourrissage des reptiles carnivores. D’autres études ont montré que la contamination orale de reptiles par des Cryptosporidium de mammifères ne provoquait pas de signes cliniques chez l’animal mais celui-ci était capable d’excréter dans ses fèces des oocystes contaminants[27].
3.2. Cycle et épidémiologie[80]
3.2.1. Cycle parasitaire
La contamination se fait par ingestion des oocystes via l’environnement souillé. Le cycle est monoxène. Une fois ingérés, l’action des enzymes, de la température et du pH alcalin des intestins (en particulier jéjunum et l’iléon) vont libérer 4 sporozoïtes nus des oocystes. Ces derniers vont s’attacher à la membrane apicale dans la bordure en brosse des entérocytes (surtout de l’iléon) et vont se transformer en trophozoïtes. Ce parasite a la particularité d’être intracellulaire mais extracytoplasmique, c’est ce qui rend les traitements médicaux peu efficaces contre lui. Il va ensuite donner naissance à un méronte de type I par multiplication asexuée, donnant 8 mérozoïtes qui vont envahir les cellules voisines. Deux possibilités, soit les mérozoïtes continuent de donner d’autres mérontes I, soit ils vont donner des mérontes type II qui vont initier la reproduction sexuée (gamétogonie). Le résultat est la production d’oocystes à paroi mince qui commencent un nouveau cycle chez l’hôte en libérant des sporozoïtes dans la lumière intestinale. Mais sont aussi produit des oocystes à paroi épaisse qui seront la forme de dissémination et de résistance dans le milieu extérieur et qui seront excrétés avec les fèces. La Figure 32 résume ce cycle parasitaire.
107
Figure 31: Cycle parasitaire de Cryptosporidium sp.
3.2.2. Résistance dans le milieu extérieur[68,78]
Cryptosporidium sp. est très résistant dans le milieu extérieur sous sa forme d’oocystes, il est reconnu comme un problème dans le domaine de la santé public. Il a été retrouvé dans de nombreux environnements, principalement aquatiques comme les eaux de surface de lacs, les eaux de piscines et même les eaux de rinçage utilisées dans l’industrie agroalimentaire. Il peut être un contaminant du fumier utilisé dans les épandages ou de toutes autres matières biologiques ou nourriture souillée.
Sa survie est estimée entre six mois et un an dans les eaux à température ambiante et jusque 18 mois dans un environnement humide en restant infectieux. Il est néanmoins sensible à l’exposition aux UV et à la congélation, sa survie est d’environ 12 heures à -20°C ce qui peut être une bonne méthode de lutte. Les hautes températures aussi vont l’inactiver, 55°C pendant une durée d’au moins 30 secondes suffit[53].
D’autres méthodes de luttes chimiques ont été testées contre les oocystes. Ils seraient totalement résistants à l’hypochlorite de sodium (capables de survivre dans de l’eau de javel pure). Ils peuvent aussi résister 24 h à de l’eau oxygénée à 10% et à la soude caustique à 9%. L’ammoniac à 10% réussi aussi à inactiver les oocystes au bout de cinq heures ce qui dépasse les concentrations usuelles d’utilisation de ces produits ménagers[1].
3.2.3. Prévalence et épidémiologie chez les reptiles[69,71,88]
Chez les reptiles en Europe, selon les études la prévalence est comprise entre 0,4% et 35%[69,77,65,16]. La très grande majorité est asymptomatique au moment de la détection du parasite. Cette prévalence dépend aussi de la méthode diagnostic utilisée et, dans toutes ces études il n’a pas toujours été exploré si on avait affaire à de la cryptosporidiose spécifique des reptiles ou à une contamination par de la cryptosporidiose de mammifères. Les plus touchés 108
étant en majorité les serpents (maladie désastreuse dans les élevages) chez qui on peut retrouver le plus d’études, ensuite les sauriens et en minorité les tortues.
La contamination entre reptiles est directe par un cycle orofécale, les individus vivant ensembles vont rapidement tous être atteints. La maladie va se répandre très rapidement dans un élevage où les conditions hygiéniques sont insuffisantes. Les jeunes reptiles sont plus sensibles à cette maladie, ils vont soit en mourir soit s’immuniser à vie mais avec de grande chance de rester porteur sain. La présence de facteurs de stress comme une maladie concomitante et/ou un environnement inadapté vont affaiblir le système immunitaire du reptile et favoriser le développement de la maladie.
3.2.4. Prévalence et risques de transmission à l’homme[5,46,68,78]
Dans les années 80, la pandémie de SIDA ainsi que l’émergence de maladies immunodéficientes et les grandes avancées en matière de traitements anticancéreux ont fait grandement augmenter le nombre de cas humains de cryptosporidiose[68]. Cette maladie aurait tendance à se déclarer plus facilement chez les personnes dont le système immunitaire est affaibli. Ainsi on a pu noter que le risque d’infection grave est plus élevé chez les très jeunes enfants (d’âge inférieur à cinq ans), les personnes âgées et les personnes immunodéficientes à cause d’un traitement anticancéreux ou encore d’une maladie comme le SIDA[78].
Pour donner quelques chiffres, les études épidémiologiques en France en 1995 ont estimé une prévalence de la cryptosporidiose chez l’homme comprise entre 0,32% et 3,1% selon l’âge et le statut immunitaire des personnes[81]. D’autres études en France plus récentes ont montré que les personnes infectées par le VIH représentaient à elles seules 50% des cas de cryptosporidioses décris[81].
La transmission se fait le plus souvent chez l’homme par ingestion d’eau contenant des oocystes, la cryptosporidiose est ainsi considérée comme une maladie hydrique. Les oocystes résistants bien dans le milieu extérieur, cela augmente nettement le risque d’infestation. Certaines études ont montré que l’ingestion de 300 oocystes suffisait à déclencher une diarrhée[68]. Les personnes immunocompétentes présentent une diarrhée par malabsorption associée à des douleurs abdominales et des nausées pendant une dizaine de jours. Les adultes seront alors immunisés contre la maladie. Chez les enfants cela peut aussi s’accompagner de retards de croissance notables avec des carences. Les personnes immunodéprimées vont développer une diarrhée chronique importante avec un fort affaiblissement de l’organisme et des carences pouvant conduire au décès.
3.3. Diagnostic de la cryptosporidiose chez les reptiles[22]
3.3.1. Signes cliniques
La maladie peut être sub-clinique chez les reptiles, ils excrètent dans leurs fèces des oocystes de Cryptosporidium contaminant pour les autres reptiles mais ils n’expriment pas de signes cliniques ni de retard de croissance. C’est surtout le cas chez les adultes venant du fait
109 qu’ils se sont immunisés contre la maladie après l’avoir rencontré étant plus jeune. Les animaux qui ne réussissent pas à s’immuniser vont exprimer des signes cliniques plus importants.
On observe la présence du parasite dans la muqueuse gastrique et/ou dans les villosités intestinales. Les conséquences histologiques sont une hypertrophie avec infiltration et fibrose de cette muqueuse gastrique ainsi qu’une réduction de la lumière gastrique. On a également une atrophie des villosités intestinale et une réduction de la surface d’absorption. On peut d’ailleurs observer chez le serpent un renflement au niveau de l’air de projection de l’estomac. Les signes cliniques couramment associés sont une perte de poids chronique et/ou un retard de croissance avec des régurgitations persistantes au cours des repas. Une entérite est aussi souvent observée avec de la diarrhée chronique par malabsorption et de la déshydratation.
3.3.2. Diagnostic différentiel[38,47,74]
Les causes de syndromes gastro-intestinaux avec dysorexie, diarrhée et régurgitation sont compatibles avec de nombreuses autres maladies des reptiles. Le diagnostic différentiel devra prendre en compte l’existence possible :
- D’autres infections parasitaires : nématodoses (oxyures surtout, strongles, ascaris) et les cestodoses (tænia). Les autres protozooses, telles que les giardioses et les, trichomonoses (flagellés).
- D’infections bactériennes : Salmonella, Proteus, Pseudomonas… responsables principalement de diarrhées aigües et/ou régurgitations.
- D’infections virales : paramyxovirus, rétrovirus et adénovirus.
- De mycoses digestives : avec comme principaux agents Candida et Aspergillus.
- De processus tumoraux.
- De conditions d’élevages inadaptés telles que des paramètres environnementaux (température, éclairage) non optimaux, une mauvaise alimentation (attention au transition alimentaire).
- D’une réaction secondaire à l’utilisation de certains médicaments (anti- inflammatoires, antibiotiques).
3.3.3. Diagnostic coproscopique[22,47,72]
3.3.3.1. Colorations
Les techniques coproscopiques furent les premières utilisées pour diagnostiquer la cryptosporidiose. Ce sont des techniques fiables pour un opérateur avisé, simples et peu couteuses en clinique. Au microscope les oocystes de Cryptosporidium sp. apparaissent de
110 forme ronde ou ovale avec une paroi plus ou moins visible et l’ensemble mesurant entre 4 et 7 µm de diamètre ce qui explique que l’utilisation d’une coloration est vivement recommandée. Parmi les différentes colorations possibles, on peut citer :
- La coloration au saccharose (solution saturée de saccharose) qui fait apparaitre les oocystes de cryptosporidies en rose sur fond gris, c’est une méthode moyennement sensible et opérateur dépendante.
- La coloration de Ziehl-Neelsen modifiée (utilise de la fuchsine et du vert de Malachite ou du bleu de Méthylène) permet de faire apparaitre les oocystes en rouge sur fond vert ou bleu, c’est une méthode sensible et spécifique mais plus longue à réaliser.
- La coloration à l’acide de Kinyoun (fuchsine basique) qui est similaire à la coloration de Ziehl-Neelsen modifiée et plus simple de réalisation mais moins spécifique.
- La coloration de Heine (qui utilise de la fuchsine) ne permet pas de colorer directement les oocystes mais va les faires apparaitre réfringents sur un fond rouge.
- La coloration à l’auramine-fuchsine-carbolique qui s’opère en deux temps, tout d’abord une coloration dans une solution de diméthyle-sulfoxyde et de fuchsine carbolique puis une décoloration/contre-coloration utilisant du vert de Malachite. Les oocystes apparaissent brillants rose-fuchsias sur un fond vert pâle.
3.3.3.2. Marquages immunologiques[72]
Le marquage immunologique est aussi de plus en plus utilisé, il est plus sensible que les colorations car moins opérateur-dépendant mais nécessite plus de matériels :
- Méthode du marquage immunfluorescent : technique de marque immunologique utilisant des anticorps contre les cryptosporidies. Les anticorps étant fluorescent leur adhérence sur les oocystes va les faire apparaitre très nettement si on regarde avec un microscope à fluorescence.
- Méthode ELISA : technique immunoenzymatique qui passe par la détection des antigènes présents à la surface des oocystes, ceux-ci sont fixés dans des puits tapissés d’anticorps puis révélés par la réaction d’enzymes et de leur substrat.
- Méthode immunochromatographique : tests visuels, rapides et utilisables au chevet du patient, présentés sous la forme de plaquettes par exemple. Ils reposent sur la fixation d’anticorps sur les oocystes de cryptosporidies, ces anticorps étant eux- mêmes liés à un composé coloré ou à des billes de latex.
111
3.3.4. Diagnostic moléculaire[72,89,89,90]
Les importantes avancées dans le domaine du diagnostic moléculaire ont permis leur utilisation de façon beaucoup plus courante pour le simple diagnostic de cryptosporidiose ou pour la caractérisation de l’espèce. Les marqueurs utilisés sont des séquences du code génétique des cryptosporidies qui sont considérées comme très conservées au sein du genre ou au contraire des séquences très variables entre les espèces ce qui permet de les distinguer. Les séquences les plus utilisées sont celles de la petite sous-unité SSU d’ARN ribosomial principalement (très conservée), de la protéine hsp 70 et de l’actine (plus variables)[72]. Plusieurs méthodes moléculaires utilisent alors ces séquences :
- Fluorescence par hybridation in situ : hybridation d’une séquence de l’ADN ou de l’ARN présent dans des oocystes de cryptosporidies avec des oligonucléotides marqués et fluorescents.
- PCR nichée (nested-PCR) : méthode de réaction en chaine de polymérisation qui utilise deux couples d’amorces externes qui permettent d’amplifier une séquence large. Puis par une polymérisation en chaine utilisant un couple d’amorces internes permet alors l’amplification d’une séquence plus courte. La sensibilité de détection dans un échantillon pauvre en oocystes est ainsi augmentée.
- PCR-RFLP : la première étape est une PCR (simple ou nichée) qui amplifie le gène SSU ribosomal ciblé de Cryptosporidium sp. Ensuite une digestion enzymatique est réalisée sur le produit d’amplification de la PCR puis révélé par électrophorèse. L’observation de bandes spécifiques permet de caractériser l’espèce.
3.4. Traitements
3.4.1. Traitements chez les reptiles[47]
Il n’existe pas à ce jour de traitement reconnu efficace contre la cryptosporidiose des reptiles. Parmi les traitements qui ont été tenté on peut citer l’utilisation de colostrum de bovin hyperimmun chez des varans et des geckos avec un succès chez les varans chez lesquels l’excrétion d’oocystes semblait totalement arrêtée après traitement[9]. Les autres traitements anticoccidiens sont aussi utilisables mais avec des résultats variables et souvent décevants. Quelques exemples sont donnés[13,35,47,74] : association trimethoprime-sulfamide à 30mg/kg une fois par jour pendant deux semaines puis une fois tous les trois jours pendant plusieurs mois si nécessaire ; paromomycine 100mg/kg une fois par jour pendant une semaine puis trois fois par semaine pendant trois mois ; spiramycine 160mg/kg une fois par jour pendant une semaine puis trois fois par semaine pendant trois mois. Ces traitements peuvent au moins limiter voire stopper l’excrétion mais ne permettent pas d’éliminer complétement le parasite.
112
3.4.2. Traitements chez l’homme
Le nitazoxanide semble être le traitement de premier choix chez l’homme atteint de cryptosporidiose mais il est surtout efficace chez les personnes immunocompétentes[17]. Un traitement symptomatique au minimum devra être entrepris afin de stabiliser les patients les plus fragilisés.
113
114
2EME PARTIE : ESTIMATION DE LA PREVALENCE DU PORTAGE EN CRYPTOSPORIDIUM SP. CHEZ LES REPTILES MAINTENUS EN CAPTIVITE EN FRANCE ET CARACTERISATION GENETIQUE DES AGENTS
1. Objectifs de l’étude
Cette étude a été inspirée de plusieurs articles rédigés concernant le parasitisme des reptiles sauvages et domestiques. Beaucoup de ces études ont été consacrées à des maladies répandues telles que la salmonellose ou la pentastomidose alors que peu de données existait concernant la cryptosporidiose des reptiles en France.
Le but principal de cette étude, qui s’est déroulée entre avril 2016 et février 2017, était d’essayer d’estimer la prévalence actuelle de la cryptosporidiose chez une population de reptiles NAC ou de parcs zoologiques sur le territoire français. Ce travail s’étant effectué avec des éleveurs, des particuliers et des parcs zoologiques, il a été décidé d’ajouter dans la partie expérimentale une étude de tous les parasites détectables par coproscopie. L’objectif était alors triple :
1) Pouvoir fournir aux éleveurs et particuliers une idée du statut parasitaire de leurs animaux en remerciement pour leur collaboration à ce projet ;
2) Améliorer la connaissance sur les parasites détectables par coproscopie chez les reptiles maintenus en captivité et produire un panel de photographies des parasites ce qui peut être utile pour les vétérinaires exerçant en clientèle NAC ;
3) Avoir une idée de la prévalence de la cryptosporidiose dans un échantillon de reptiles NAC, d’animaleries, d’élevages et de parcs zoologiques en France au travers de deux méthodes de détection (coproscopie et PCR) et caractériser les agents.
2. Matériels et méthode
L’étude s’est appuyée sur un échantillonnage de fèces de reptiles domestiques ou de parcs zoologiques. Chaque prélèvement a été analysé par deux méthodes différentes ciblant de la cryptosporidiose et une coproscopie. Les produits d’amplification des échantillons positifs ont à la cryptosporidiose ont ensuite été séquencés.
115
2.1. Recrutement des reptiles
Les analyses ont été faites sur des selles de reptiles, sains ou exprimant peu de symptômes cliniques, possédés par, soit des particuliers soit des professionnels : éleveurs, animalerie ou parcs zoologiques. Ces animaux étant considérés à risque car manipulés par plusieurs personnes et pouvant être possédé par un particulier non forcement éduqué aux notions d’hygiène et risques zoonotiques concernant ces animaux exotiques. Les résultats ont été communiqués aux personnes concernées au fur et à mesure de leur obtention.
Afin de faciliter la récolte, les échantillons ont été prélevés chez un petit nombre de particuliers, professionnels ou parcs zoologiques possédant beaucoup de reptiles. Les identités des structures concernées sont restées confidentielles à la demande des participants.
Le premier contact avec les propriétaires et professionnels a été réalisé par mail afin d’expliquer l’objectif de la thèse et le protocole de l’étude. En cas de réponse favorable un rendez-vous a été pris par téléphone afin de pouvoir venir sur place discuter plus en détail du cadre de l’étude, de ses objectifs et des méthodes de collecte et d’analyses. Nous avons ensuite réalisé la collecte des échantillons avec l’aide des manipulateurs. Nous avons pu leur montrer la façon de procéder pour pouvoir ensuite leur laisser à disposition des flacons pour qu’ils puissent récolter les selles de leurs reptiles au fur et à mesure qu’elles sont émises.
2.2. Récolte des échantillons
2.2.1. Technique de collecte
La collecte des selles s’est faite dans la grande majorité des cas sur place lors des visites des élevages ou des parcs zoologiques. Les selles ont été prélevées dans l’environnement des reptiles en utilisant des gants jetables ou une pince nettoyée et désinfectée entre chaque prélèvement. Les selles qui semblaient encore humides et récentes (dernier nettoyage du vivarium datant de moins de trois jours) ont été récoltées en priorité, en essayant de ne ramasser que la partie colorée et moulée, sans urate ni débris de litière. Les selles récoltées n’étaient pas pesées mais il était demandé de récolter au maximum de quoi remplir le pot fournis ou un équivalent et au minimum de quoi recouvrir le fond de ce pot, cela n’ayant pas pu être respecté à chaque fois. Lorsque plusieurs reptiles étaient présents dans le vivarium il a alors été récolté un nombre de selles au moins égale au nombre de reptiles et l’échantillon compte comme un seul reptile (les informations individuelles de chaque reptile étaient toutefois recensées). Les selles étaient déposées dans un flacon en plastique refermable hermétiquement ou un gant en latex fermé avec précautions.
2.2.2. Questionnaire
Parallèlement à la collecte des selles un questionnaire (en Annexe 2) était rempli sur place ou laissé à disposition des propriétaires. Chaque échantillon est alors accompagné d’un questionnaire visant à :
116
1) Identifier les échantillons avec un code unique permettant de les distinguer rapidement et de les classer.
2) Récolter des données sur les reptiles concernant leur âge, alimentation, traitement parasitaire etc…
Ces données seront utilisées lors de l’analyse statistiques des résultats afin d’essayer de dégager des liens entre les conditions des reptiles et la présence ou non de parasite. Le questionnaire a été réalisé de manière à ce qu’il puisse être rempli rapidement par un particulier sans trop de contrainte s’il y a beaucoup d’échantillons à traiter.
2.2.3. Conservation
Tous les échantillons ont été conservés au froid à +4°C pendant une semaine maximum avant d’être analysé.
Pour chaque échantillon, les selles ont été grossièrement homogénéisées puis 0.1 à 0.2 g de matière fécale étaient prélevées à l’aide d’une balance électronique précise. Les échantillons sont ensuite conservés dans un cryotube fermé (Figure 33) hermétiquement et placé au congélateur à -18°C.
Figure 32: Cryotubes de conservations de selles pour analyse PCR (photographie personnelle, laboratoire de parasitologie VetAgro-Sup)
2.3. Analyses coproscopiques
Les échantillons ont été analysés au laboratoire de parasitologie de VetAgro-Sup par coproscopie pour la mise en évidence des éléments parasitaires dans les selles. 117
2.3.1. Examen direct après coloration saccharose
Une petite quantité de selle homogénéisée était prélevée et déposée sur une lame en verre, une goutte de solution très saturée de saccharose était ensuite déposée sur la lame et délicatement mélangé aux selles. On posait ensuite une lamelle de verre puis on effectuait une lecture rapidement (moins de 10 minutes après l’ajout de saccharose sinon les oocystes pouvaient être altérés) de la lame au microscope à moyen (x10) puis fort objectif (x40).
Figure 33:Préparation de lame avec coloration des selles au saccharose (photographie personnelle, laboratoire de parasitologie VetAgro-Sup)
2.3.2. Technique de flottaison
Le principe de la technique de flottaison est de mélanger les selles contenant les parasites à une solution de haute densité afin de concentrer ceux-ci en surface car leur densité est inférieure à celle de la solution.
a) Préparation de la solution
La solution de flottaison était préparée à l’aide de sulfate de Zinc, la densité obtenue était alors d’environ 1,36. On mélangeait 1 kg de sulfate de Zinc à 1 L d’eau distillée dans un ballon chauffé et avec un agitateur magnétique afin de totalement dissoudre le soluté.
b) Protocole
Pour la technique de flottaison le protocole utilisé était le suivant :
- Peser 5 g de fèces avec une balance électronique (si moins de fèces est disponible le protocole est appliqué de la même façon) et les déposer dans un bécher.
118
- Mesurer 20mL de solution de sulfate de Zinc et en ajouter un peu avec les fèces, faites une première homogénéisation grossière à l’aide d’un agitateur puis ajouter le reste de la solution et agiter énergétiquement.
- Disposer sur un second bécher une passoire fine avec une compresse gaz ou tissée dépliée par-dessus.
- Verser l’ensemble de la première solution à travers la passoire, replier la compresse et presser délicatement afin de récupérer un peu du mélange.
Figure 34: Passoire avec compresse non pressée (photo de gauche) et pressée (photo de droite) pour récupérer la solution (photographies personnelles, laboratoire de parasitologie VetAgro-Sup)
- Verser la solution filtrée dans un tube à essai identifié et déposer le tube dans une centrifugeuse, il faut que la solution atteigne le sommet du tube jusqu’à former un ménisque visible qui dépasse légèrement. Déposer alors une lamelle en verre sur le ménisque en appuyant délicatement et en évitant la formation de bulles d’air (Figure 36).
119
Figure 35: Disposition des tubes avec lamelle dans la centrifugeuse (photographie personnelle, laboratoire de parasitologie VetAgro-Sup)
- Bien équilibrer la centrifugeuse à l’aide d’une balance électronique si plusieurs tubes sont présents.
- Centrifuger à 1500 tours/min pendant 5 minutes.
- Récupérer la lamelle, enlever l’excès de débris si nécessaire, et déposer la sur une lame de verre correctement identifiée.
2.3.3. Lecture et photographie
La coloration au saccharose est une méthode semi-quantitative qui permet de mettre en évidence les cryptosporidies en les faisant apparaitre sous la forme de ronds de teinte rosée sur fond gris au microscope. Un balayage de la lamelle avec la technique de l’escalier était réalisé (Figure 37) après avoir inspecté les bords de la lamelle car les cryptosporidies ont tendance à s’y agglutiner.
Figure 36: Lecture de lame de microscope avec la technique de l'escalier
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Si des éléments faisant suspecter des cryptosporidies étaient identifiées, une série de photographies, à l’aide de l’appareil de photographie monté sur le microscope, était réalisée sur plusieurs focus afin de conserver une trace car l’échantillon se dégrade vite. Chaque numéro de photographie était noté avec la date, la technique d’analyse, la mesure de l’échantillon (réalisé à l’aide d’un objectif gradué et d’une table d’échelles de mesures) et une description succincte.
La lecture des lames réalisées par la méthode de flottaison s’est faite de manière similaire à celle pour la coloration au saccharose en lisant la lamelle à faible (x10) puis fort grossissement (x30) en utilisant la méthode de l’escalier. Chaque élément parasitaire (œuf, adulte, kyste) était photographié et identifié de la même manière. Il était important de réaliser une série de photographie sur plusieurs plans afin d’aider à la diagnose (par la taille, forme, composition, couleur de la paroi par exemple).
Figure 37:Microscope optique avec appareil de photographie monté et écran de lecture (Photo de gauche) / Image au microscope optique (objectif x10) avec échelle de mesure intégrée (Photo de droite) (photographies personnelles, laboratoire de parasitologie VetAgro-Sup)
2.4. Analyses moléculaires
2.4.1. Extraction d’ADN
La première étape de l’extraction consistait à réaliser une série de cycle de congélation- décongélation à des températures extrêmes afin de casser la paroi très résistante des oocystes
121 de cryptosporidies et de rendre l’ADN plus accessible aux enzymes de polymérisation. Les cryotubes identifiés étaient placés dans un bain d’azote liquide à environ -175°C pendant cinq minutes, puis dans un bain marie chauffé à 95°C durant cinq minutes. Ces deux étapes sont répétées trois fois de suite en tout. Les échantillons sont alors de nouveau conservés au congélateur à -18°C.
L’extraction proprement dite peut ensuite se faire, elle a été réalisée sur tous les échantillons qu’ils aient été positifs ou non lors des analyses coproscopiques précédentes. L’extraction s’est faite selon le protocole du QIAamp DNA Stool Mini Kit qui est disponible en ligne sur le site du fabriquant[95], conformément aux instructions du fabricant excepté deux modifications sur les étapes 3 et 12 :
- Etape 3 : Chauffer cinq min la suspension à 95°C.
- Etape 12 : Incuber une nuit à 55°C avec 25 µL de protéinase K.
Une fois extrais les échantillons d’ADN ont été conservés au congélateur à -18°C.
2.4.2. Détection de Cryptosporidium spp. par nested-PCR[90]
Le protocole de NESTED-PCR qui a été utilisé ici est celui tiré de l’article de XIAO et al (2001). Il se réalise en deux étapes afin d’augmenter la sensibilité de détection de Cryptosporidium spp. dans les échantillons même en cas de faible présence du parasite.
La première étape consiste en l’amplification d’un long fragment de 1325 paires de bases avec un premier couple d’amorce :
- CIf 5’ –TTC TAG AGC TAA TAC ATG CG-3’ - CIr 5’ –CCC ATT TCC TTC GAA ACA GGA-3’
La seconde étape est similaire à la deuxième mais le fragment amplifié est plus court (826 à 864 paires de bases) et plus spécifique, un second couple d’amorce est utilisé :
- CIIf 5’ –GGA AGG GTT GTA TTT ATT AGA TAA AG-3’ - CIIr 5’ –AAG GAG TAA GGA ACA ACC TCC A-3’
1) Pour la première étape il faut préparer un milieu réactionnel de volume précis de 25 µL. Pour cela on mesure à l’aide d’une pipette les volumes des réactifs : 19,88 µL d’H2O ; 2,5 µL de tampon X10 ; 0 µL de MgCl2 (au lieu de 1,5 µL car il est déjà présent dans le tampon X10) ; 0,5 µL de dNTP ; 0,5 µL de l’amorce CIf et CIr ; 0,12 µL de Taq polymerase et 1 µL de la solution contenant l’ADN. Les réactions de PCR se sont déroulées dans un thermocycleur (thermocycleur professional BIOMETRA) du service de parasitologie de VetAgro-Sup. On règle l’appareil pour qu’il effectue 35 cycles comprenant chacun : 45 secondes à 94°C, 45 secondes à 55°C puis
122
1 minute à 72°C. Les réactions commencent par une phase initiale à 94°C pendant 5 minutes et se terminent par une phase finale à 72°C pendant 10 minutes.
2) Pour la seconde étape il faut préparer un nouveau milieu réactionnel de 25 µL composé de : 19,88 µL d’H2O ; 2,5 µL de tampon X10 ; 0 µL de MgCl2 ; 0,5 µL de dNTP ; 0,5 µL des amorces CIIf et CIIr ; 0,12 µL de Taq polymerase et de 1 µL du produit amplifié de la première étape. Le programme utilisé dans le thermocycleur était le même que dans la première étape.
2.4.3. PCR de contrôle pour l’ADN bactérien Universelle
Afin de contrôler que l’étape d’extraction d’ADN a bien été réaliser on a réalisé une seconde PCR sur tous les échantillons en cherchant l’ADN de bactéries présentes obligatoirement dans les selles de reptiles. Le protocole était similaire à celui décrit dans la partie « 2.3.2. Cycle de polymérisation » ci-dessus, les amorces utilisées sont néanmoins différentes et une seule étape est nécessaire :
Amplification d’une séquence du génome de salmonelle à l’aide des amorces suivantes :
- 350 F : 5’ –CTCCTACGGGAGGCAGCAGT -3’ - PC535 : 5’ –GTATTACCGGCTGCTGGCA -3’
Il faut préparer un milieu réactionnel de volume précis de 12,5 µL. Pour cela on mesure à l’aide d’un pipeteur précis les volumes des réactifs : 7,9 µL d’H2O ; 1,25 µL de tampon X10 ; 0 µL de MgCl2 (au lieu de 1,5 µL car il est déjà présent dans le tampon X10) ; 0,25 µL de dNTP ; 1 µL de l’amorce 350 F et PC535 ; 0,1 µL de Taq polymerase et 1 µL de la solution contenant l’ADN. Les réactions de PCR se sont déroulée dans un thermocycleur (thermocycleur professional BIOMETRA) du service de parasitologie de Vetagro-Sup. On règle l’appareil pour qu’il effectue 35 cycles comprenant chacun : 1 minute à 95°C, 1 minute à 55°C puis 1 minute à 72°C. Les réactions commencent par une phase initiale à 95°C pendant 5 minutes et se terminent par une phase finale à 72°C pendant 10 minutes.
Une électrophorèse était alors réalisée comme pour la PCR de cryptosporidiose, si la bande était présente mais faiblement visible ou si elle était absente l’analyse était refaite avec plus d’échantillon d’ADN.
2.4.4. Révélation
Les produit de PCR ont été révélés par électrophorèse sur gel d’agarose. Un volume de 20µL de solution de PCR était déposé dans un puit puis additionné d’un volume de 5µL de colorant. 20µL du mélange sont prélevé dans chaque puit et déposé dans un gel d’agarose à 1,5%. Un témoins positif (ADN de Cryptosporidium spp. de veau ou ADN de Salmonelle), un témoin négatif et un témoin moléculaire ont été ajoutés à chaque analyse.
123
Le gel à été ensuite placé dans une cuve d’électrophorèse réglée à 230 volts durant 45 minutes. Le gel était alors récupéré, révélé sous une lumière ultra-violette et photographié pour être interprété.
Figure 38: Matériel utilisé pour la révélation des PCR (Cuve de migration (à gauche) / Révélation sous lampe UV (droite)) (photographies personnelles, laboratoire de parasitologie VetAgro-Sup)
Lorsque qu’une bande de migration apparait clairement au même niveau que le témoins positif l’échantillon est considéré comme positif.
124
Figure 39: Gel d'électrophorèse réalisé à partir des produits d'amplification de la PCR pour Cryptosporidium sp. / TM=témoin moléculaire ; T+ = témoin positif ; T- = témoin négatif ; échantillons positifs pour Cryptosporidium sp. : 64, 65, 68. (photographie personnelle, laboratoire de parasitologie VetAgro-Sup)
Figure 40:Gel d'électrophorèse réalisé à partir des produits d'amplification de la PCR pour l’ADN bactérien Universelle / TM=témoin moléculaire ; T+ = témoin positif ; T- = témoin négatif ; échantillon négatif : 207, 213, 402, 403, 100 (photographie personnelle, laboratoire de parasitologie VetAgro-Sup)
2.4.5. Séquençage
Les produits d’amplification de tous les échantillons positifs en PCR Cryptosporidium sp. ont été envoyés au laboratoire Biofidal (à Vaulx-en-Velin, Rhône, France) pour séquençage, 125 accompagnés des amorces ayant permis l’amplification (exemple de demande d’analyse avec le code des échantillons et les amorces en Annexe 3). Les amorces fournies étaient celles utilisées lors de la deuxième étape de la Nested-PCR : CIIf et CIIr.
Les séquences obtenues (fichiers de type AB1) ont été corrigées à l’aide du logiciel BioEdit® puis assemblées pour former une séquence consensus.
Figure 41: Exemple de chromatogramme de séquence avec le logiciel BioEdit® (capture d’écran personnelle)
126
Figure 42: Exemple de séquence consensus obtenue sous format .txt (capture d’écran personnelle)
La séquence finale a été comparée aux séquences de la base de donnée GenBank par analyse BLAST[98].
2.4.6. Reconstruction phylogénétique
Les séquences ont été alignées à celle de différentes espèces de Cryptosporidies déposées dans GenBank® et un arbre phylogénétique a été construit à l’aide du logiciel Seaview® (méthode de distances, Kimura 2 paramètres, 1000 réplicas). Seules des valeurs de bootstrap (robustesse des branches de l’arbre) supérieur à 60% ont été indiquées.
3. Résultats
3.1. Description de la population de reptiles étudiées
Au total un parc zoologique, deux éleveurs non professionnels, trois animaleries, un centre de sauvegarde de la faune sauvage et deux particuliers ont participé à ce projet, ce qui représente neuf sources d’échantillons différentes dont les localisations approximatives sont représentées sur la Figure 49.
127
Figure 43 : Localisation des sites de collecte d'échantillons de selles avec départements
Le Tableau IV présente la répartition des différentes espèces échantillonnées ainsi que le type de structure d’où elles proviennent et leur localisation géographique approximative (l’identité des personnes/organismes concernés est restée anonyme) :
Tableau IV : Nombres d’échantillons prélevés par source et par groupe de reptile
Nombre de Nombre de Nombre de Types de Localisations serpents lézards tortues Total structure prélevés prélevés prélevées
Rhône (69) 2 3 1 6 Animaleries Drôme (26) 6 6 0 12 Rhône (69) 39 4 2 45 Eleveurs Paris (75) 12 0 0 12 particuliers Ardèche (07) 21 18 2 41 Haute-Garonne Centre de recueil 1 1 8 10 (31) Rhône (69) 5 0 0 5 Particuliers Drôme (26) 0 2 0 2 Parc zoologique Ardèche (07) 12 1 7 20 Total 9 98 35 20 153
128
Le nombre total d’échantillons récolté est de 153 avec 98 serpents (12 genres et 23 espèces différentes), 35 lézards (13 genres et 15 espèces différentes) et 20 tortues (deux genres et trois espèces différentes). Les tortues provenaient uniquement d’éleveurs/animalerie, du centre de sauvegarde ou du parc zoologique mais pas de particuliers.
3.2. Prévalence des infections par Cryptosporidium spp. chez les reptiles
3.2.1. Résultats de la recherche coproscopique par coloration saccharose
Figure 44: Oocystes de Cryptosporidium sp. après coloration saccharose (Photo personnelle, laboratoire de parasitologie Vetagro-Sup)
Le Tableau V présente les résultats de la recherche par coproscopie des Cryptosporidies après colorations saccharoses par groupe zoologiques.
Tableau V : Résultats des colorations saccharoses par groupe zoologique
Nombre de Nombre de Nombre de Total serpents lézards tortue Positifs en coloration 2/98 0/35 0/20 2/153 saccharose (2%) (0%) (0%) (1,3%)
129
3.2.2. Résultats de la détection de Cryptosporidium spp. par PCR
Tableau VI : Résultats des tests PCR par groupe de reptile
Nombre de Nombre de Nombre de Total serpents lézards tortue Positifs PCR 4/85 3/30 2/16 9/131 cryptosporidiose (4,7%) (10%) (12,5%) (6,9%)
Serpents : Seulement 86/98 échantillons ont pu être analysés en PCR car dans 12 cas la quantité d’échantillons prélevées était insuffisante pour permettre la réalisation des deux analyses (coproscopie et PCR). Dans un cas la PCR pour l’ADN bactérien ayant donné un résultat négatif après deux tentatives, l’échantillon a été écarté de la suite de l’analyse (présence possible d’inhibiteurs de PCR). Le nombre total d’échantillons de serpents pris en compte est donc de 85 et quatre échantillons sur 85 sont revenus positifs à la PCR Cryptosporidium spp.
Lézards : Seulement 31/35 échantillons ont pu être analysés en PCR car dans quatre cas la quantité d’échantillons prélevées était insuffisante. Dans un cas la PCR pour l’ADN bactérien a été négatif après deux tentatives, l’échantillon a été écarté de la suite des analyses. Le nombre total d’échantillons de lézards pris en compte est donc de 30 et trois échantillons sur 30 sont revenus positifs à la PCR Cryptosporidium spp.
Tortues : Les 20 échantillons ont pu être analysés en PCR. Dans quatre cas la PCR pour l’ADN bactérien a été négatif après deux tentatives. Le nombre total d’échantillons de tortue pris en compte pour la PCR Cryptosporidium spp. est donc de 16 et deux échantillons sur 16 sont revenus positifs.
3.2.3. Comparaison du nombre d’échantillons détectés par coloration saccharose et PCR
Tableau VII : Résultats et comparaison de la coloration saccharose et de la PCR Cryptosporidium spp.
Nombre de Nombre de Nombre de Total serpents lézards tortue
Positifs en coloration 2/85 0/30 0/16 2/131 saccharose (2,4%) (0%) (0%) (1,5%) Positifs PCR 4/85 3/30 2/16 9/131 cryptosporidiose (4,7%) (10%) (12,5%) (6,9%)
130
La prévalence du portage en Cryptosporidium spp est donc de 1,5% par coloration saccharose er de 6,9% par PCR. Tous les échantillons positifs en coloration saccharose ont été positifs en PCR. 3.2.4. Analyse des séquences et reconstruction phylogénétique
Sur les neuf échantillons positifs à la PCR seuls huit ont pu être envoyés au séquençage (un échantillon était trop faiblement positif à la PCR pour être analysé par le laboratoire). Après analyse visuelle du chromatogramme, trois séquences ont été écartées car de qualité insuffisante. Six séquences ont été ainsi conservées et comparées à la base de données GenBank® (analyse NCBI-BLAST®).
Le Tableau VIII présente les résultats des analyses BLAST des séquences.
Tableau VIII : Résultats d’analyses BLAST des séquences des échantillons positifs en PCR Analyse de sequence Correspondance N° Source Nom commun Nom scientifique (Provenance de la (en paires de correspondance) bases) Cryptosporidium saurophilum (Accession EU55355.1 775/785 R30 Animalerie Serpent à Groin Heterodon anaconda Eublepharis macularius (98,7%) d'Espagne) Cryptosporidium serpentis (Accession KM870591.1 755/782 R65 Animalerie Couleuvre rayée Thamnophis sirtalis Elaphe guttata de Thaïlande et (96,5%) Accession KJ651433.1 Ptyas mucosus de Chine) Cryptosporidium varanii Serpent roi de Lampropeltis getula 450/466 R60 Animalerie (Accession KM870593.1 Elaphe Californie californiae (96,6%) guttata de Thaïlande)
Cryptosporidium saurophilum (Accession EU553551.1 784/784 RA11 Particulier Serpent des blés Pantherophis guttatus Eublepharis macularius (100%) d'Espagne) Cryptosporidium sp . Centre de (Accession EU553587.1 763/777 R503 Tortue d'Hermann Testudo hermanni recueil Chamaeleo calyptratus (98,2%) d'Espagne) Cryptosporidium sp. hedgehog (Accession GQ214082.1 781/785 Erinaceus europaeus (99,5%) Centre de d'Allemagne) R507 Tortue Grecque Testudo graeca recueil Cryptosporidium parvum (Accession KU679364.1 780/785 Erinaceus europaeus de (99,4%) République tchèque)
131
La Figure 45 présente l’arbre phylogénétique construit à partir des séquences de échantillons détectés au cours de notre étude et de séquences de Cryptosporidium déposés dans Genbank®.
Figure 45: Arbre phylogénétique construit à partir des résultats du séquençage par analyse d’une portion du gène de la petite sous-unité d’ARN ribosomial 16S (source : docteur Magalie RENE MARTELLET)[15,21,29,36,40,88,89]. Les valeurs indiquées à la racine des branches correspondent aux valeurs de Boostrap. Elles indiquent la solidité de la branche (plus la valeur est proche de 100, plus la branche est solide)
132
Cette reconstruction phylogénétique confirme l’affiliation de l’échantillon R65 à l’espèce C. serpentis et de l’échantillon R503 à l’espèce C. ducismarci (espèce de Cryptosporidium de tortue).
Cette reconstruction phylogénétique confirme l’affiliation des échantillons R30 et RA11 à l’espèce C. saurophilum (maintenant appelé Cryptosporidium varanii).
Cette reconstruction phylogénétique confirme aussi la proximité génétique de l’échantillon R507 avec des Cryptosporidium précédemment détectés dans des hérissons[21,36,44]. Il met en évidence une proximité génétique entre la séquence R507 et les séquences de Cryptosporidium parvum (proximité des branches) et de C. hominis mais s’en distingue par une valeur de bootstrap de 91% à l’intérieur du groupe.
Après obtention de ces résultats les personnes qui possédaient les serpents numérotés RA11 et R30 nous ont prévenu que ces animaux étaient en retard de croissance et avait un appétit léger et fluctuant depuis leur arrivée dans l’élevage. Les détenteurs ont été informés de la détection chez ces individus de l’agent Cryptosporidium spp. pour la mise en place d’une thérapeutique et de mesures prophylactiques adaptées.
3.3. Les autres parasites détectés par coproscopie
La méthode de coproscopie par flottation permet de détecter l’ensemble des œufs de parasites présents dans les selles d’animaux parasités. Cette partie présente les résultats des autres parasites détectés chez les reptiles inclus dans l’étude. Chaque élément parasitaire détecté a été photographiés et mesuré afin d’être identifié ultérieurement.
3.3.1. Prévalence du parasitisme par coproscopie
Tableau IX : Résultats des examens coproscopiques par flottaison par groupe de reptile Nombre de Nombre de Nombre de Total serpents lézards tortue
Positifs en coproscopie par 18/89 14/35 7/20 39/144 flottaison (20,2%) (40%) (35%) (27,1%) Coinfection pour au moins 8/89 5/35 2/20 15/144 deux espèces de parasites (9%) (14,3%) (10%) (10,4%)
133
Le Tableau X présente les différents groupes de parasites détectés coproscopie pour chaque groupe zoologique.
Tableau X : Parasites retrouvés lors des coproscopies par flottaison
Serpents Lézards Tortues Total (prévalence) (prévalence) (prévalence) (prévalence)
Ascaris 2/89 (2%) 2/35 (6%) 4/144 (2,8%)
Capillaria 1/89 (1%) 1/144 (0,7%) Némathelminthe Nematode adulte 3/35 (9%) 3/144 (2%)
Oxyure 4/89 (5%) 8/35 (23%) 3/20 (15%) 15/144 (10,4%)
Strongle 2/35 (6%) 2/20 (10%) 4/144 (2,8%) Trématode 1/35 (3%) 1/144 (0,7%) Plathelminthe Cestode 1/89 (1%) 1/20 (5%) 2/144 (1,4%) Coccidies 12/89 (14%) 4/35 (11%) 2/20 (10%) 18/144 (12,5%) Protozoaire Giardia 1/89 (1%) 1/144 (0,7%) Arthropode Pentastomides 1/89 (1%) 1/20 (5%) 2/144 (1,4%)
Serpents : Seuls 89/98 échantillons ont été analysés par coproscopie pour la recherche des autres parasites car les échantillons étant parfois de petite taille il n’a pas été possible de réaliser/ tous les examens. Le nombre de serpents positifs est de 18/89 pour au moins un parasite et 8/89 sont positifs pour au moins deux parasites différents sur un même échantillon. Les parasites les plus fréquemment détectés sont les coccidies avec une prévalence de 14% puis les oxyures avec une prévalence de 5%.
Lézards : Les 35 échantillons ont été analysés par coproscopie pour la recherche des autres parasites, 14/35 lézards sont positifs pour au moins un parasite et cinq sont positifs pour au moins deux parasites différents sur un même échantillon. Les parasites les plus fréquemment détectés sont les oxyures avec une prévalence de 23% puis les coccidies avec une prévalence de 11%.
Tortues : Les 20 échantillons ont été analysés par coproscopie pour la recherche des autres parasites, sept tortues parmi les 20 sont positives pour au moins un parasite et deux sont positives pour au moins deux parasites différents sur un même échantillon. Les plus fréquemment détectés sont les oxyures avec une prévalence de 15% puis les strongles et les coccidies avec une prévalence de 10%. 134
Prévalence totale : Au total dans cette étude, 144 échantillons ont été analysés par examen direct des selles et coloration saccharose, coproscopie par flottaison pour la recherche des autres parasites et PCR. En tenant compte des résultats des trois méthodes utilisées, la prévalence du parasitisme interne est de 47/144 (33%). Au total dans cette étude la prévalence du parasitisme interne après coproscopie par flottaison est de 27%, tous reptiles confondus. Ce sont les lézards qui sont les plus parasités avec 40% des individus porteurs de parasites internes. Les parasites les plus fréquemment retrouvés, tous reptiles confondus, sont les coccidies avec une prévalence de 12,5% puis les oxyures avec une prévalence de 10,4%.
3.3.2. Morphologie des principaux œufs de parasites/ookystes détectés dans les selles
Cette partie présente quelques photographies des différents parasites trouvés et identifiés lors des coproscopies réalisées.
Figure 43: Œufs d'Ascaris (photos personnelles, laboratoire de parasitologie VetAgro-Sup)
135
Figure 44: Œuf de Capillaria (photo personnelle, laboratoire de parasitologie VetAgro-Sup)
Figure 45: Œufs d'oxyures (photos personnelles, laboratoire de parasitologie VetAgro-Sup)
136
Figure 46: Œuf de Strongle (photo personnelle, laboratoire de parasitologie VetAgro-Sup)
Figure 50: Œuf de Rénifers (photo personnelle, laboratoire de parasitologie VetAgro-Sup)
137
Figure 47: Œuf de Cestode (photo personnelle, laboratoire de parasitologie VetAgro-Sup)
Figure 48: Oocystes de Coccidies (photos personnelles, laboratoire de parasitologie VetAgro-Sup)
138
Figure 49: Œufs de pentastomides (photos personnelles, laboratoire de parasitologie VetAgro-Sup)
Parmi les éléments que l’on peut trouver en coproscopie il y a aussi de nombreux artefacts (Figure 54) qui ne doivent pas être confondus avec de vrais éléments parasitaires significatifs. Un des artefacts couramment rencontrés chez les reptiles est la présence d’œufs d’acariens dans leurs selles qui ne sont pas des parasites de reptiles mais des parasites des insectes dont ils se nourrissent (grillons, drosophiles…). Ces éléments vont donc transiter chez les reptiles sans les infester.
139
Figure 50: Œufs d'acariens (photos du haut) / Acariens et œuf d'acarien (en bas à gauche) (photos personnelles, laboratoire de parasitologie Vetagro-Sup)
4. Discussion
4.1. Protocole et échantillonnage
Les éleveurs, ainsi que les parcs zoologiques et les centres de recueil de reptiles semblaient des choix appropriés pour cette étude car beaucoup de reptiles sont présents dans un seul et même endroit et du personnel, potentiellement exposé à des agents zoonotiques, est en charge de leur entretien. Le problème anticipé était la motivation des participants. Nous avons donc décidé d’offrir en plus de la recherche de cryptosporidiose un bilan général sur le parasitisme de l’élevage par coproscopie.
Au total six élevages ont répondu favorablement et trois n’ont pas souhaité participer, un parc zoologique a accepté et un n’a pas souhaité participer. Le nombre d’échantillons total dans cette étude est de 153 sur un an Le nombre minimal d’échantillon à analyser avait été préalablement estimé à partir de la prévalence observée dans d’autres études. Des études similaires ont été réalisées en d’Italie avec un nombre de 120 à 672 échantillons [16,69,71,77]. La très grande majorité des reptiles inclus dans ces études étaient des serpents. Les reptiles de ces études étaient majoritairement issus de particuliers, un peu moins d’élevages et dans une seule étude ils provenaient de parcs zoologiques[71]. 140
Dans notre étude, les serpents (au nombre de 98) étant bien plus présents que les lézards (35 individus) et les tortues (20 individus). En effet ces différentes espèces ne semblent pas avoir la même sensibilité et ne sont pas toujours atteints des mêmes parasites [55,64,71,89]. Cette surreprésentation des serpents dans notre échantillonnage est certainement responsable d’une surestimation de la prévalence globale du portage en cryptosporidies toutes espèces de reptiles confondues.
On peut également noter que la majorité des animaux de notre étude proviennent de la région Rhône-Alpes. Il est peu probable que l’origine géographique puisse représenter un biais car ce ne sont pas des animaux qui ont vécu initialement dans le milieu naturel de cette région. Un biais pourrait exister si la nourriture (végétaux, petits mammifères, insectes) distribuée à ces animaux était issue du même fournisseur. Nous n’avons pas à l’heure actuelle pu obtenir cette information.
Il a été décidé de joindre un questionnaire aux prélèvements de selles afin de recueilli les éléments de commémoratifs indispensables à l’interprétation des résultats. Le questionnaire a été volontairement simplifié afin d’encourager les participants à le remplir du mieux possible. Certains questionnaires ont été remplis par moi-même directement lors de l’échantillonnage et d’autres par les éleveurs (environ 25%). La plupart des questionnaires remplis par les éleveurs étaient complétés avec toutes les informations concernant les animaux et leur milieu de vie ce qui montre une bonne implication des participants dans cette étude.
Quatre reptiles parmi les 9 échantillons positifs à la PCR (deux serpents, R60 et R65 et deux lézards) proviennent de la même animalerie dans la Drôme. Cela peut être dû à une contamination interne entre ces individus bien qu’aucun ne vivait dans le même vivarium. Un non-respect des règles d’hygiènes lors des manipulations ou des changements de vivarium par le personnel pourrait aussi être à l’origine d’une contamination. La nourriture semble une source de contamination peu probable car les deux serpents avaient une alimentation très différente et cette alimentation était aussi différente de celles des lézards. Les deux lézards avaient une alimentation à base de grillons, chacun de tailles différentes donc provenant de boîtes différentes. A notre connaissance il n’a pas encore été rapporté la présence de cryptosporidies chez des grillons. Enfin il faut noter que les deux souches de cryptosporidies retrouvées chez les deux serpents sont différentes, une contamination entre ces animaux ne semble donc pas envisageable. En revanche comme le séquençage n’a pu être effectué les lézards, nous ne pouvons pas savoir s’ils sont atteints d’une souche similaire ou encore si cette souche est semblable à celle retrouvée chez les serpents. Une contamination lors de la récolte des selles semble peu probable car le matériel de récolte était soigneusement nettoyé entre chaque prélèvement.
Pour des raisons pratiques et financières un seul prélèvement par reptile a été effectué. Il est généralement préconisé de réaliser trois prélèvements sur plusieurs jours[41]. En effet les excrétions des œufs ou oocystes de parasites sont parfois intermittentes et irrégulières. D’autre part, un certain nombre d’échantillons n’a pas pu être testé par toutes les méthodes de détection du fait d’une quantité de selle insuffisante. Ces particularités de l’échantillonnage peuvent être responsable d’une sous-estimation de la charge parasitaire. 141
4.2. Méthodes de détection de Cryptosporidium spp.
Deux méthodes ont été choisies et comparées pour la détection de Cryptosporidium spp. : un examen direct avec coloration saccharose et la détection de l’ADN par PCR. La coloration saccharose est une méthode peu coûteuse et facile à réaliser sur un très petit échantillon. Elle est donc parfaitement envisageable pour un vétérinaire en clinique. De plus son interprétation est assez simple puisque les oocystes de Cryptosporidium apparaissent colorés au microscope. Toutefois la taille des ookystes peut rendre difficile leur observation microscopique et la coloration saccharose peut être responsable d’une détérioration précoce des oocystes. En revanche cette méthode semble peu sensible car seuls 2/9 échantillons positifs à la PCR l’étaient aussi à la coloration. Il est possible que dans un certain nombre de cas l’excrétion de cryptosporidies était trop faible pour permettre une détection par observation directe. De plus on sait que cette excrétion peut dépendre aussi de l’état clinique de l’animal. Dans notre étude, les deux seuls reptiles positifs à la coloration étaient les deux seuls reptiles à présenter des signes cliniques, bien que discrets. Ces deux serpents étaient également les plus jeunes, ce qui augmente leur sensibilité à cette infection et en conséquence le risque d’excrétions[47,74].
La recherche moléculaire de Cryptosporidium spp a été réalisée par PCR nichée selon le protocole de XIAO et al (2001). Cette méthode a été développée afin de détecter différentes Cryptosporidium dans l’environnement et de pouvoir étudier leurs relations phylogénétiques. C’est une PCR de genre très sensible mais elle ne permet pas de distinguer les espèces au sein du genre et notamment de différencier des Cryptosporidium de reptiles de celles de mammifères. Une étude récente[22] a montré que la PCR de NICHOLS et al, (2003) pouvait également présenter un intérêt pour la détection de cryptosporidies de mammifères. Elle peut être complétée par une digestion enzymatique pour caractériser l’espèce. Cette technique est également très sensible et très spécifique[16,72,77]. Toutes ces techniques ont initialement été développées pour la détection de Cryptosporidium chez les mammifères tels que les ruminants domestiques et appliquées de façon empirique aux reptiles. Notre méthode a permis l’amplification de cinq espèces de Cryptosporidies de reptiles et semble donc parfaitement adaptée pour cette utilisation.
Seuls 137 échantillons sur les 153 récoltés ont pu être analysés par PCR. En effet, pour certains individus, la trop faible quantité du prélèvement n’a pas permis d’envisager la réalisation successive de la coloration et de l’extraction de l’ADN pour la PCR. De plus, six échantillons sur les 137 extraits ont donné un résultat négatif à l’amplification des gènes bactériens. Dans ce cas l’extraction ne peut être validée. La non amplification de l’ADN bactérien peut être due à une concentration en ADN total trop faible après extraction ou à la présence d’inhibiteurs de PCR dans l’ADN extrait. Dans ce cas l’extraction ne peut être validée et l’échantillon doit être écarté.
D’autres techniques peuvent être utilisées pour la détection des cryptosporidies dans des échantillons de selles infectées. Les colorations à l’acide de Kinyoun[54] et de Ziehl Neelsen
142 modifiée sont fréquemment utilisées. Ces colorations mettent en avant la propriété de résistance à l’acide des oocystes de Cryptosporidium qui apparaissent alors comme les seuls éléments colorés sur la lame de microscope. La sensibilité de ces techniques de colorations reste tout de même limitée et opérateur-dépendant.
Des techniques de dosage direct d’immunofluorescence dans les selles peuvent également être utilisées (kit commerciaux). Elles ont une meilleur sensibilité que les colorations[16,69,71] Ces techniques plus sensibles ont été élaborées initialement pour faciliter la détection au chevet de l’animal des cryptosporidies par les vétérinaires chez les bovins en diarrhée. Ces tests, très pratiques et faciles d’utilisation, présentent toutefois un manque de sensibilité en cas de faible concentration en ookyste dans les selles.
4.3. Caractérisation des espèces de cryptosporidies
Des études[16,29,82] ont montré que l’on pouvait trouver différents espèces de cryptosporidies chez les reptiles. Des espèces habituellement décrites au sein de ce groupe zoologique mais également des espèces de mammifères. Pour permettre de caractériser les espèces détectées dans nos échantillons, tous les échantillons positifs en PCR ont été envoyés en séquençage. Trois échantillons sur les neuf positifs en PCR n’ont pu être exploités du fait soit d’un signal trop faible en PCR soit d’une qualité des séquences insuffisante après analyse.
Le nombre d’espèces de Cryptosporidium que l’on peut retrouver chez les reptiles ne continue d’augmenter au fil des années. Les deux espèces les plus fréquemment décrites dans la littérature sont Cryptosporidium saurophilum (maintenant appelé varanii) et Cryptosporidium serpentis, aussi bien chez les serpents, les lézards que chez les tortues. Des études[91] ont récemment mis en évidence la présence d’espèces retrouvées initialement chez des mammifères comme Cryptosporidium parvum chez des reptiles asymptomatiques. En 2004, une étude[89] a montré la présence de neuf espèces différentes de Cryptosporidium présentes chez les reptiles par RFLP-PCR sur selles purifiées.
Au total, l’analyse PCR, a permis de détecter de l’ADN de Cryptosporidium spp dans 6.9% des 131 reptiles testés. Les études qui ont étudié la prévalence de la cryptosporidiose chez les reptiles domestiques rapportent des valeurs entre 1,2% et 38,6%[55,57,69,71,77]. Aucune de ces études n’a cependant été réalisée en France. La plupart couplent plusieurs méthodes de détection de la cryptosporidiose avec souvent l’utilisation de l’immunofluorescence dans trois des cinq études et de PCR nichée ou alors d’une RT-PCR[77]. Cela peut expliquer en partie les valeurs élevées de certaines prévalences car ces tests, notamment l’immunofluorescence, sont un peu plus sensibles en cas de faibles infestations.
Dans une de ces études les reptiles concernés avaient déjà eu dans le passé une infestation par Cryptosporidium spp. ce qui peut expliquer une valeur de prévalence plus élevée[69]. Les tortues sont beaucoup moins représentées mais semblent les moins touchées or elles représentent 13% des reptiles de notre étude. Les reptiles de particuliers sont aussi beaucoup
143 plus représentés dans ces enquêtes que les reptiles d’élevages. Cette différence de populations échantillonnées pourrait expliquer les différences de prévalences constatées.
Dans notre étude nous avons pu mettre en évidence la présence de quatre espèces différentes de cryptosporidies : Cryptosporidium varanii détecté chez trois serpents, Cryptosporidium serpentis détecté chez un serpent, Cryptosporidium ducismarci détecté chez une tortue et Cryptosporidium hedgehog détecté chez une tortue. Aucun reptile n’était infecté par deux cryptosporidies différentes.
Cryptosporidium serpentis est l’espèce la plus fréquemment décrite dans la littérature aussi bien chez les serpents que chez les lézards et beaucoup moins chez les tortues. Elle n’a été retrouvée que chez un seul des serpents de notre étude. Cryptosporidium varanii est une espèce qui a été précédemment décrite chez les serpents, les lézards et beaucoup moins chez les tortues. Certaines cryptosporidies appelées Cryptosporidium génotype tortue (génotype I et II)[89] semblent plus spécifiques des tortues. Cryptosporidium ducismarci est une nouvelle espèce de Cryptosporidium décrite dans les années 1990 également connue sous le nom de Cryptosporidium tortoise genotype II[40].
Dans notre étude nous avons pu mettre en évidence la présence d’ADN de Cryptosporidium hedgehog dans les selles d’une tortue. L’infestation de tortues par des cryptosporidies de mammifères a été précédemment rapportée chez des tortues en Italie[82] . L’analyse génétique des cryptosporidies détectées avait conclu à une homologie de 100% avec Cryptosporidium pestis (Cryptosporidium parvum « génotype bovin »). La reconstruction phylogénétique réalisée au cours de cette étude montre une proximité génétique relative de Cryptosporidium hedgehog détecté au cours de notre étude et de Cryptosporidium parvum. Le potentiel zoonotique de Cryptosporidium hedgehog reste pour le moment inconnu[15]. La détection de telles cryptosporidies chez des tortues pourrait être expliquée par une possible ingestion accidentelle de végétaux souillés par des oocystes de Cryptosporidium provenant de mammifères infectés.
4.4. Les autres parasites détectés
La méthode de flottaison utilisant du sulfate de zinc a été choisie pour réaliser des coproscopies sur tous les échantillons et pouvoir donner aux participants une estimation du statut parasitaire de leurs animaux. Cette méthode est simple, rapide à mettre en œuvre, peu coûteuse et standardisée. Elle est relativement sensible et spécifique mais demande une certaine expérience pour la reconnaissance et la diagnose des parasites. Les éléments parasitaires « douteux » observés ont été photographiés et mesurés pour être soumis à plusieurs avis si nécessaire.
Plusieurs études en Europe ont été réalisées sur le parasitisme interne des reptiles domestiques, sauvages ou de parcs zoologiques mais aucune étude récente n’a été réalisée en France.
144
La prévalence du parasitisme interne que nous avons obtenue est de 33%. Selon les études utilisant des méthodes diagnostics similaires cette prévalence peut varier entre 36% et 82%[41,55,64]. La prévalence obtenue est sensiblement plus faible que celles décrites dans d’autres études mais globalement assez proche. Les animaux de ces publications sont essentiellement des reptiles de particuliers et parfois des reptiles sauvages capturés et non des reptiles de zoo ou d’élevages professionnels. Cette différence de sélection pourrait expliquer la plus faible prévalence obtenue dans notre étude. En effet les règles d’hygiènes et les méthodes de prophylaxies médicales des particuliers sont souvent inférieures à celles des éleveurs. D’après les informations recueillies dans nos questionnaires environ 74/153 (48%) des reptiles étaient traités avec un antiparasitaire interne au moins une fois.
Les parasites les plus fréquemment décrits dans d’autres études [55,64] chez les reptiles lors de coproscopies sont les coccidies et les oxyures. Cela correspond aux résultats de nos analyses puisque les prévalences les plus élevées sont obtenues pour les coccidies (12,5%) et les oxyures (10,5%).
Des études plus poussées[41,66] ont montrés que l’examen coproscopique ne permet d’avoir qu’un aperçu du parasitisme interne réel des reptiles. Dans ces enquêtes sont réalisés des examens coproscopiques associés à des autopsies avec parfois biopsies et sérologies ce qui augmente nettement la sensibilité de détection du parasitisme interne. Ces méthodes invasives ne sont pas applicables à une pratique courante en clientèle vétérinaire.
145
146
148
BIBLIOGRAPHIE
1. AKAM, A. et al. Effet des désinfectants sur la viabilité des oocystes de Cryptosporidium parvum d’origine bovine. [En ligne]. [Consulté le 2017-07-19]. Disponible sur : http://scientia.zooparaz.net/2005_06_01/Akam.pdf
2. ANANTAPHRUTI, M.T. et al. Human sparganosis in Thailand : An overview. In Acta Tropica. 2011. Vol. 118, no. 3, p. 171–176.
3. ANAPARTHY, U. - DEEPIKA, G. A case of subcutaneous zygomycosis. In Indian Dermatology Online Journal. 2014. Vol. 5, no. 1, p. 51.
4. ANDERSEN, K.I. Description of musculature differences in spargana of Spirometra (Cestoda; Pseudophyllidea) and tetrathyridia of Mesocestoides(Cestoda; Cyclophyllidea) and their value in identification. In Journal of Helminthology. 1983. Vol. 57, no. 4, p. 331–334.
5. APPELBEE, A.J. et al. Giardia and Cryptosporidium in mammalian wildlife – current status and future needs. In Trends in Parasitology. 2005. Vol. 21, no. 8, p. 370–376.
6. BAUCHOT, R. et al. Serpents, Edition : Artémis, 2016. 219 p.
7. BISWAS, D. et al. The first record of Ophidascaris (Nematode : Ascarididae) in the Asian rock python (Python molurus molurus) in Bangladesh. In Sch J Agric Sci. 2014. Vol. 4, no. 1, p. 24–26.
8. BOCQUILLON LIGER-BELAIR, B. Reptiles en tant que NAC et risques sanitaires associés. Thèse pour le diplôme d’état de docteur en pharmacie : Université Toulouse III Paul Sabatier, 2014.
9. BOSTWICK, E.F. Hyperimmune bovine colostrum treatment of moribund Leopard geckos (Eublepharis macularius).
10. BOURDOISEAU, G. Les zoonoses. Cours de parasitologie : Ecole Nationale Vétérinaire de Lyon. Unité pédagogique de zoologie, parasitologie et maladies parasitaires., 2012.
11. BROWNSTEIN, D.G. et al. Cryptosporidium in snakes with hypertrophic gastritis. In Veterinary Pathology. 1977. Vol. 14, no. 6, p. 606–617.
12. CALLE, P.P. et al. Infectious disease serologic survey in free-ranging Venezuelan anacondas (Eunectes murinus). In Journal of Zoo and Wildlife Medicine. 2001. Vol. 32, no. 3, p. 320–323.
13. CARPENTER, J.W. - MARION, C.J.Sud. Exotic animal formulary. 4th ed. Ed. Editor : Elsevier, 2013. 724 p. ISBN 978-1-4377-2264-2.
14. CHASTEL, C. Infections à arbovirus au Cambodge. Enquête sérologique chez les reptiles. In Bulletin of the World Health Organization. 1966. Vol. 34, no. 5, p. 701.
15. DYACHENKO, V. et al. Occurrence and molecular characterization of Cryptosporidium spp. genotypes in European hedgehogs ( Erinaceus europaeus L.) in Germany. In Parasitology . 2010. Vol. 137, no. 02, p. 205.
149
16. DÍAZ, P. et al. Cryptosporidium in pet snakes from Italy : Molecular characterization and zoonotic implications. In Veterinary Parasitology. 2013. Vol. 197, no. 1–2, p. 68–73.
17. DIVOUX, E. et al. Mise au point sur le traitement de la cryptosporidiose : intérêt du nitazoxanide. In Journal de Pharmacie Clinique. 2006. Vol. 25, no. 4.
18. DUCOS DE LAHITTE, J. Les reptiles en pratique vétérinaire. Thèse pour le diplôme d’état de docteur en pharmacie : Université Toulouse III Paul Sabatier, 2002.
19. EBANI, V.V. - FRATINI, F. Bacterial zoonoses among domestic reptiles. In Annali della Facoltà di Medicina veterinaria. 2005. Vol. 58, p. 85–91.
20. ELOIT, M. et al. Animaux de compagnie et risques de zoonose infectieuse ou parasitaire. In Journal de pédiatrie et de puériculture. 1995. Vol. 8, no. 5, p. 293–304.
21. ENEMARK, H.L. et al. Molecular characterization of Danish Cryptosporidium parvum isolates. In Parasitology . 2002. Vol. 125, no. 4, p. 331–341.
22. EZZATY MIRHASHEMI, M. et al. Comparison of diagnostic techniques for the detection of Cryptosporidium oocysts in animal samples. In Experimental Parasitology . 2015. Vol. 151, p. 14–20.
23. FAYER, R. et al. Multiple Heterogenous Isolates of Cryptosporidium serpentis from Captive Snakes Are Not Transmissible to Neonatal BALB/c Mice (Mus musculus). In The Journal of Parasitology . 1995. Vol. 81, no. 3, p. 482–484.
24. FUENTES, M.V. et al. Short report : a new case report of human Mesocestoides infection in the United States. In The American journal of tropical medicine and hygiene. 2003. Vol. 68, no. 5, p. 566–567.
25. GARIN, Y.J.F. et al. Cutaneous sparganosis in France : the second case described from Europe. In APMIS . 1997. Vol. 105, no. 1–6, p. 14–16.
26. GIACOMELLI, M. - PICCIRILLO, A. Pet reptiles as potential reservoir of Campylobacter species with zoonotic potential : TABLE 1 : In Veterinary Record . 2014. Vol. 174, no. 19, p. 479.2-479.
27. GRACZYK, T.K. - CRANFIELD, M.R. Experimental transmission of Cryptosporidium oocyst isolates from mammals, birds and reptiles to captive snakes. In Veterinary research. 1998. Vol. 29, no. 2, p. 187–195.
28. GREINER, E.C. Coccidiosis in reptiles. In Seminars in Avian and Exotic Pet Medicine [En ligne]. Elsevier, 2003. p. 49–56. [Consulté le 2017-01-28]. Disponible sur : http://www.sciencedirect.com/science/article/pii/S1055937X03800154
29. GRIFFIN, C. et al. Cryptosporidiosis caused by two distinct species in Russian tortoises and a pancake tortoise. In Veterinary Parasitology. 2010. Vol. 170, no. 1–2, p. 14–19.
30. GROSSET, C. Prise en charge des parasitoses digestives des reptiles. In Le Point Vétérinaire. 2010. Vol. 41, no. 307, p. 31–36.
31. GRZIMEK, B. et al. Grzimek’s animal life encyclopedia. . 2nd ed. Ed. Detroit : Gale, 2003. 17 p. ISBN 978-0-7876-5362-0.
150
32. GUÉRIN-FAUBLÉE, V. - DJELOUADJI, Z. Cours de bactériologie médicale vétérinaire. Polycopié : Ecole Nationale Vétérinaire de Lyon, 2013.
33. HADDAD, N. - ET AL. Les zoonoses infectieuses, Polycopié des Unités de maladies contagieuses des Ecoles vétérinaires françaises. Mérial (Lyon), 2013. 200 p.
34. HANCOCK, C.W. Mosquitos associated with equine West Nile virus cases in southeastern Georgia. [En ligne]. 2006. [Consulté le 2017-01-28]. Disponible sur : http://digitalcommons.georgiasouthern.edu/etd/710/
35. HÉBERT, F. - BULLIOT, C. Guide pratique de médecine interne chien, chat et NAC. 4. Ed. Edition : MED’COM, 2014. 812 p.
36. HOFMANNOV, L. et al. Cryptosporidium erinacei and C. parvum in a group of overwintering hedgehogs. In European Journal of Protistology . 2016. Vol. 56, p. 15–20.
37. HUCHZERMEYER, F.W. Crocodiles : biology, husbandry and diseases. . Wallingford, Oxon, UK ; Cambridge, MA : CABI Pub, 2003. 337 p. ISBN 978-0-85199-656-1.
38. JACOBSON, E.R. Infectious Diseases and Pathology of Reptiles. 1. Ed, Editor : CRC Press, 2007. 736 p.
39. JAYANTH, S.T. et al. The Sinus That Breeds Fungus : Subcutaneous Zygomycosis Caused by Basidiobolus ranarum at the Injection Site. In Case Reports in Infectious Diseases. 2013. Vol. 2013, p. 1–2.
40. JEZKOVA, J. et al. Cryptosporidium testudinis sp. n., Cryptosporidium ducismarci Traversa, 2010 and Cryptosporidium tortoise genotype III (Apicomplexa : Cryptosporidiidae) in tortoises. Folia Parasitologica [En ligne]. 2016. Vol. 63. [Consulté le 2017-07-31]. Disponible sur : http://folia.paru.cas.cz/doi/10.14411/fp.2016.035.html
41. JORGE, F. et al. What you get is what they have ? Detectability of intestinal parasites in reptiles using faeces. In Parasitology Research . 2013. Vol. 112, no. 12, p. 4001–4007.
42. JORGE, M.T. et al. Aeromonas hydrophila soft-tissue infection as a complication of snake bite: report of three cases. In Annals of Tropical Medicine & Parasitology. 1998. Vol. 92, no. 2, p. 213–217.
43. KOUDELA, B. - MODRY, D. New species of Cryptosporidium (Apicomplexa : Cryptosporidiidae) from lizards. In Folia Parasitologica. 1998. Vol. 45, no. 2, p. 93–100.
44. KVAC, M. et al. Gastroenteritis Caused by the Cryptosporidium Hedgehog Genotype in an Immunocompetent Man. In Journal of Clinical Microbiology. 2014. Vol. 52, no. 1, p. 347– 349.
45. LAMANN, G.V. Veterinary parasitology [interaktyvus], Editor : Nova Biomedical Press, 2010. ISBN 978-1-61122-550-1.
46. LIU, D. Molecular Detection of Human Parasitic Pathogens : CRC Press, 2012. 881 p. ISBN 978-1-4398-1243-3.
47. MADER, D.R. Reptile Medecine and Surgery. 2. Ed, Editor : Saunders Elsevier, 2005. 1264 p.
151
48. MEREDITH, A. - BRITISH SMALL ANIMAL VETERINARY ASSOCIATIONSud. BSAVA manual of exotic pets. 4. ed. Ed. Quedgeley: BSAVA, 2002. 304 p. ISBN 978-0- 905214-47-4.
49. MILLER, R.E. et al. Fowler’s zoo and wild animal medicine: current therapy. . Vol. 7 [i.e. 7th ed.]. Ed. St. Louis, Mo : Elsevier/Saunders, 2012. 669 p. ISBN 978-1-4377-1986-4.
50. MITCHELL, M.A. Zoonotic Diseases Associated with Reptiles and Amphibians: An Update. In Veterinary Clinics of North America : Exotic Animal Practice. 2011. Vol. 14, no. 3, p. 439–456.
51. MORGAN, U.M. et al. Phylogenetic Analysis of Cryptosporidium Isolates from Captive Reptiles Using 18S rDNA Sequence Data and Random Amplified Polymorphic DNA Analysis. In The Journal of Parasitology. 1999. Vol. 85, no. 3, p. 525–530.
52. NARDONI, S. et al. Survey on the fungal flora of the cloaca of healthy pet reptiles. In Revue de Médecine Vétérinaire. 2008. Vol. 3, p. 159–165.
53. OLSON, M.E. et al. Update on Cryptosporidium and Giardia infections in cattle. In Trends in Parasitology . 2004. Vol. 20, no. 4, p. 185–191.
54. PAIVA, P.R.S.O. et al. Clinical, serological, and parasitological analysis of snakes naturally infected with Cryptosporidium serpentis. In Veterinary Parasitology. 2013. Vol. 198, no. 1–2, p. 54–61.
55. PAPINI, R. et al. Coprological survey in pet reptiles in Italy. In Veterinary Record. 2011. Vol. 169, no. 8, p. 207–207.
56. PARÉ, J.A. An Overview of Pentastomiasis in Reptiles and Other Vertebrates. In Journal of Exotic Pet Medicine. 2008. Vol. 17, no. 4, p. 285–294.
57. PEDRAZA-DÍAZ, S. et al. Molecular characterisation of Cryptosporidium isolates from pet reptiles. In Veterinary Parasitology. 2009. Vol. 160, no. 3–4, p. 204–210.
58. PICAUD, J.-L. et al. Biologie animale, Vertébrés, Editor: Dunod, 2004. 298 p.
59. POITRENAUD, C. Nouveaux animaux de compagnie : éléments réglementaires et législatifs à leur détention [En ligne]. 2001. [Consulté le 2017-07-06]. Disponible sur : http://oatao.univ-toulouse.fr/759/
60. POLLOCK, C. Zoonotic concern : Salmonellosis in Reptiles. In LafeberVet [En ligne]. [Consulté le 2015-03-12]. Disponible sur : http://lafeber.com/vet/zoonotic-concern- salmonellosis-in-reptiles/
61. PRAUD, A. et al. NAC exotiques : importations illégales et risques zoonotiques. In Le Point Vétérinaire. 2009. Vol. 296, p. 25–29.
62. PRAUD, A., Isabelle Risques zoonotiques liés à l’importation de nouveaux animaux de compagnie. Thèse de doctorat vétérinaire : Faculté de Médecine, Créteil, 2009.
63. QUINN, P.J. et al. Veterinary microbiology and microbial disease, Editor: Blackwell Science, 2001. 544 p.
152
64. RÀS-NORYNSKA, M. - SOKOL, R. Internal parasites of reptiles. In Annals of Parasitology . 2015. Vol. 61, no. 2, p. 115–117.
65. RATAJ, A.V. et al. Parasites in pet reptiles. In Acta Veterinaria Scandinavica. 2011. Vol. 53, no. 1, p. 33.
66. RATAJ, A.V. et al. Parasites in pet reptiles. In Acta Veterinaria Scandinavica. 2011. Vol. 53, no. 1, p. 33.
67. RAVEN, P. et al. Biologie. 7. Ed, Editor : De Boeck Université, 2007. 1250 p.
68. RAZAKANDRAINIBE, R. et al. Giardiose et cryptosporidiose : deux parasitoses à transmission hydrique. In Revue Francophone des Laboratoires. 2014. Vol. 2014, no. 459, p. 51–56.
69. RICHTER, B. et al. Detection of Cryptosporidium species in feces or gastric contents from snakes and lizards as determined by polymerase chain reaction analysis and partial sequencing of the 18S ribosomal RNA gene. In Journal of Veterinary Diagnostic Investigation. 2011. Vol. 23, no. 3, p. 430–435.
70. RIGOULET, J. et al. Réglementation relative aux animaux d’espèces sauvages détenus en captivité. In Le Point Vétérinaire. 1999. no. 30, p. 529–535.
71. RINALDI, L. et al. Prevalence and molecular identification of Cryptosporidium isolates from pet lizards and snakes in Italy. In Parasite. 2012. Vol. 19, no. 4, p. 437.
72. ROYER, S. Détection et caractérisation moléculaire de Cryptosporidium lors de diarrhées chez le veau non sevré dans une clientèle allaitante. Thèse de doctorat vétérinaire : Université Claude Bernard, Lyon, 2015.
73. SAVEY, M. - DUFOUR, B. Diversité des zoonoses : définitions et conséquences pour la surveillance et la lutte. In Epidémiologie et santé animal. 2004. Vol. 46, p. 1–16.
74. SCHILLIGER, L. Guide pratique des maladies des reptiles en captivité. 1. Ed. ,Editor : MED’COM, 2004. 224 p.
75. SCHULTZ, H. Human infestation by Ophionyssus natricis snake mite. In British Journal of Dermatology. 1975. Vol. 93, p. 695–697.
76. SHAYENGANI, M. et al. Yersinia enterocolitica and Related Species Isolated from Wildlife in New York State. In Applied and Environmental Microbiology. 1986. Vol. 52, no. 3, p. 420–424.
77. SILVA, D.C. DA et al. The detection of Cryptosporidium serpentis in snake fecal samples by real-time PCR. In Veterinary Parasitology. 2014. Vol. 204, no. 3–4, p. 134–138.
78. SMITH, H.V. et al. Cryptosporidium and Giardia as foodborne zoonoses. In Veterinary Parasitology. 2007. Vol. 149, no. 1–2, p. 29–40.
79. SUJATHA, S. et al. Subcutaneous zygomycosis caused by Basidiobolus ranarum-a case report. In Indian Journal of Medical Microbiology. 2003. Vol. 21, no. 3, p. 205.
80. TAYLOR, M.A. et al. Veterinary parasitology. 4th edition. Ed. Chichester, West Sussex ; Ames, Iowa : John Wiley and Sons, Inc, 2016. ISBN 978-0-470-67162-7.
153
81. TOUBIANA, L. et al. Observatoire Hivern@ le–KhiObs: surveillance épidémiologique des pathologies hivernales de la sphère ORL chez l’enfant en France. In Bulletin épidémiologique hebdomadaire (BEH). 2009. Vol. 1, p. 1–5.
82. TRAVERSA, D. et al. Cryptosporidium from tortoises : Genetic characterisation, phylogeny and zoonotic implications. In Molecular and Cellular Probes. 2008. Vol. 22, no. 2, p. 122–128.
83. VALADE, E. et al. Burkholderia pseudomallei: une bactérie à ne pas méconnaître. In Revue Francophone des Laboratoires. 2009. Vol. 2009, no. 415, p. 49–55.
84. VAN DUK, P. et al. Turtles of the world, 7th edition : annotated checklist of taxonomy, synonymy, distribution with maps, and conservation status. In Conservation Biology of Freshwater Turtles and Tortoises: A Compilation Project of the IUCN/SSC Tortoise and Freshwater Turtle Specialist Group . 2014. Vol. 7, no. 5, p. 329–479.
85. WARWICK, C. et al. A review of captive exotic animal-linked zoonoses. In Journal of Environmental Health Research. 2012. Vol. 12, no. 1, p. 9–24.
86. WYNEKEN, J. et al. Biology of turtles: from structures to strategies of life : CRC Press, 2007.
87. WIWANITKIT, V. A review of human sparganosis in Thailand. In International Journal of Infectious Diseases. 2005. Vol. 9, no. 6, p. 312–316.
88. XIAO, L. et al. Cryptosporidium Taxonomy: Recent Advances and Implications for Public Health. In Clinical Microbiology Reviews . 2004. Vol. 17, no. 1, p. 72–97.
89. XIAO, L. et al. Genetic Diversity of Cryptosporidium spp. in Captive Reptiles. In Applied and Environmental Microbiology . 2004. Vol. 70, no. 2, p. 891–899.
90. XIAO, L. et al. Molecular Characterization of Cryptosporidium Oocysts in Samples of Raw Surface Water and Wastewater. In Applied and Environmental Microbiology. 2001. Vol. 67, no. 3, p. 1097–1101.
91. XIAO, L. et al. Phylogenetic analysis of Cryptosporidiumparasites based on the small- subunit rRNA gene locus. In Applied and environmental microbiology. 1999. Vol. 65, no. 4, p. 1578–1583.
92. ZEHNDER, A.M. et al. Burkholderia pseudomallei Isolates in 2 Pet Iguanas, California, USA. In Emerging Infectious Diseases. 2014. Vol. 20, no. 2, p. 304–306.
93. Accueil | Légifrance„ le service public de l'accès au droit. [En ligne]. [Consulté le 2017- 07-06]. Disponible sur : https://www.legifrance.gouv.fr/
94. CITES. [En ligne]. [Consulté le 2017-07-06]. Disponible sur : https://cites.org/
95. (EN) - QIAamp DNA Stool Handbook - June 2012 - QIAGEN. [En ligne]. [Consulté le 2017-06-27]. Disponible sur : https://www.qiagen.com/us/resources/resourcedetail?id=e5f66d36-1f1c-4e89-828e- 257088bdad53&lang=en
154
96. Formation des ISPV et vétérinaires officiels. In ÉCOLE NATIONALE DES SERVICES VÉTÉRINAIRES [En ligne]. 2016. [Consulté le 2017-07-16]. Disponible sur : http://www.ensv.fr/entree-concours/formation-des-ispv-et-veterinaires-officiels/
97. Lézards, serpents, iguanes... en France, les reptiles ont leurs fans. In leparisien.fr [En ligne]. 2013. [Consulté le 2017-07-06]. Disponible sur : http://www.leparisien.fr/flash-actualite- insolite/lezards-serpents-iguanes-en-france-les-reptiles-ont-leurs-fans-07-09-2013- 3116039.php
98. Nucleotide BLAST : Search nucleotide databases using a nucleotide query. [En ligne]. [Consulté le 2017-06-14]. Disponible sur : https://blast.ncbi.nlm.nih.gov/Blast.cgi?PAGE_TYPE=BlastSearch
99. Population de reptiles domestiques par pays Europe 2014 | Statistique. In Statista [En ligne]. [Consulté le 2017-07-06]. Disponible sur : https://fr.statista.com/statistiques/531807/nombre-reptiles-domestiques-par-pays-europe/
100. The Reptile Database. In [En ligne]. [Consulté le 2017-07-07]. Disponible sur : http://reptile-database.reptarium.cz/
155
156
ANNEXES
Annexe 1 : Exemples d’espèces de reptiles communes en terrariophilie et parcs zoologiques
Nom Nom commun Caractéristiques Photographie Source scientifique Par Tod Baker Originaire from Tianjin, China d'Amérique du — Constrictor Boa constrictor sud et des Antilles Constrictor, CC Boa (Famille des Se nourri de petits BY-SA 2.0, constricteur Boidae) rongeurs, oiseaux, https://commons.wi petits reptiles kimedia.org/w/inde Peut mesurer 4m x.php?curid=3584 536
Par Viki de de.wikipedia.org, Originaire Eryx colubrinus CC BY-SA 3.0, d'Afrique du (Famille des Boa des sables https://commons.wi Nord Boidae) kimedia.org/w/inde Serpent fouisseur x.php?curid=1820 004 Par Dick Culbert from Gibsons, B.C., Canada — Eunectec Originaire Eunectes murinus, murinus Grand d'Amérique du CC BY 2.0, (Famille des Anaconda Sud Peut peser https://commons.wi Boidae) plus de 200kg kimedia.org/w/inde x.php?curid=5066 1145 Par Original téléversé par Dawson sur Wikipedia anglais Heterodon Originaire — Travail nasicus (Sous- Serpent à d'Amérique personnel, CC BY- Famille des groin Venimeux SA 2.5, Dipsadinae) https://commons.wi kimedia.org/w/inde x.php?curid=2607 0204
Par Mariluna, CC Malayopython Originaire d'Asie BY-SA 3.0, reticulatus Python du Sud https://commons.wi (Famille des réticulé Peut atteindre kimedia.org/w/inde Pythonidae) 10m x.php?curid=2575 280
157
Nom Nom commun Caractéristiques Photographie Source scientifique
Originaire CC BY-SA 3.0, Morelia viridis d'Indonésie et https://commons.wi (Famille des Python vert d'Australie kimedia.org/w/inde Pythonidae) Serpent x.php?curid=4471 arboricole 14
Par H. E2:E20Krisp — Orthriophis Originaire d'Asie Travail personnel, taeniurus Se nourri de CC BY 3.0, Serpent ratier (Famille des rongeurs et https://commons.wi Colubridae) d'oiseaux kimedia.org/w/inde x.php?curid=1549 8171
Originaire des Domaine public, Pantherophis USA https://commons.wi guttatus Serpent des Se nourri de petits kimedia.org/w/inde (Famille des blés rongeurs x.php?curid=46909 Colubridae) Vit 10 à 15 ans 3
Par hj_west — Originaire d'Asie http://www.flickr.c Python curtus om/photos/hjwest/7 du Sud brongersmai 926953900/in/photo Python curtus Très court par (Famille des stream/, CC BY- rapport à sa Pythonidae) SA 2.0, masse https://commons.wi kimedia.org/w/inde Par Pratik Jain — Travail personnel, Python molurus CC BY-SA 3.0, (Famille des Python molure Originaire d'Inde https://commons.wi Pythonidae) kimedia.org/w/inde x.php?curid=26756 447
Originaire Python regius d'Afrique (Famille des Python royal Se nourri de petits CLAUDE William Pythonidae) mammifères Vit 30 à 40 ans
158
Nom Nom scientifique Caractéristiques Photographie Source commun
Chameleo Originaire du Caméléon calyptratus Yémen casqué du CLAUDE William (Famille des Insectivore et Yémen Chamaeleonidae) Herbivore
Par annakilljoy, moderator of Originaire de geckoleo.com/forum Correlophus Nouvelle- — granted by the ciliatus Gecko à crête Calédonie author, Domaine (Famille des Insectivore et public, Diplodactylidae) frugivore https://commons.wiki media.org/w/index.ph p?curid=504557 Par Stevenj — Crotaphytus Travail personnel, Originaire collaris Lézard à GFDL, d'Amérique (Sous-Famille des collier https://commons.wiki Insectivore Crotaphytidae) media.org/w/index.ph p?curid=3763762 Originaire du Par Matt Reinbold Pakistan, — Flickr: Eublepharis Afghanisatan et Eublepharis macularius Gecko Inde macularius, CC BY- (Famille des léopard Se nourris SA 2.0, Eublepharidae) d'insectes, https://commons.wiki arachnides et media.org/w/index.ph petits vertébrés p?curid=15137893
Par Fanomezantsoa Originaire de Andria…, CC BY Furcifer pardalis Caméléon Madagascar 3.0, (Famille des panthère Insectivore et https://commons.wiki Chamaeleonidae) herbivore media.org/w/index.ph p?curid=53006644
Par Cayambe — Originaire Travail personnel, Iguana iguana d'Amérique du CC BY-SA 3.0, (Famille des Iguane vert Sud et Centrale https://commons.wiki Iguanidae) Herbivore media.org/w/index.ph Peut atteindre 2m p?curid=12571301
159
Nom Nom scientifique Caractéristiques Photographie Source commun
Phelsuma Originaire de madagascariensis Gecko de Madagascar CLAUDE William (Famille des Madagascar Insectivore et Gekkonidae) frugivore
Par Jakub Hałun — Physignathus Originaire du Sud Travail personnel, cocincinus Est de l'Asie GFDL, Dragon d'eau (Famille des Insectivore et https://commons.wiki Agamidae) frugivore media.org/w/index.ph p?curid=8791830
Par Jackyweyen — Originaire Travail personnel, Pogona vitticeps d'Australie Agame CC BY-SA 3.0, (Famille des Se nourri de petits barbu https://commons.wiki Agamidae) animaux et de media.org/w/index.ph végétaux p?curid=20725618
Par Ltshears — Originaire Salvator Travail personnel, d'Amérique du merianae (Sous- Téju CC BY-SA 3.0, Sud Famille des d'Argentine https://commons.wiki Carnivore et Teiidae) media.org/w/index.ph herbivore p?curid=6609520
Originaire Tiliqua scincoides Scinque à d'Australie et Iles (Famille des CLAUDE William langue bleue aux alentours Scincidae) Homnivore
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Nom Nom Caractéristiques Photographie Source scientifique commun Par DoroshenkoE Centrochelys Originaire — Travail sulcata Tortue d'Afrique personnel, CC0, (Famille des sillonnée Peut atteindre https://commons Testudinidae) 100kg .wikimedia.org/ w/index.php?cur id=17067572
Par RicciSpeziari~c ommonswiki Chelodina Originaire de l'ile supposé ., CC longicollis Tortue à long de Rote et du BY-SA 3.0, (Famille des cou Timor https://commons Chelidae) Aquatique .wikimedia.org/ w/index.php?cur id=968250 Par Jiel Beaumadier (http://jiel.b.free. Pelomedusa Originaire fr) — Travail subrafa Tortue d'Afrique personnel, CC (Famille des Pelomedusa Aquatique BY-SA 4.0, Pelomedusidae) Homnivore https://commons .wikimedia.org/ w/index.php?cur id=34569433 Par Gisella G. — Travail Originaire du personnel, CC Testudo greeca Maroc, Iran, Tortue BY 3.0, (Famille des Turquie et Algérie grecque https://commons Testudinidae) Peut vivre jusque .wikimedia.org/ 100 ans w/index.php?cur id=2742960 Par Fiver, der Hellseher — Travail Testudo Vit dans le personnel, CC hermanni Tortue pourtour BY-SA 4.0, (Famille des d'Hermann Méditerranéen https://commons Testudinidae) Vit environ 40 ans .wikimedia.org/ w/index.php?cur id=43982505
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Nom Nom Caractéristiques Photographie Source scientifique commun Par Original téléversé par Mayer Richard Testudo sur Wikipedia horsfieldii Tortue des allemand , CC originaire d'Asie (Famille des Steppes BY-SA 3.0, Testudinidae) https://commons .wikimedia.org/ w/index.php?cur id=15264174
CC BY-SA Testudo 3.0, Originaire de marginata Tortue https://commons Grèce et (Famille des bordée .wikimedia.org/ d'Albanie Testudinidae) w/index.php?cur id=583069
Par Massimo Lazzariderivativ e work: Trachemys Originaire 2004_04_18_T scripta elegans Tortue de d'Amérique du rachemys CC (Famille des Floride Nord BY-SA 3.0, Emydidae) Vit environ 50 ans https://commons .wikimedia.org/ w/index.php?cur id=17516564
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Annexe 2 : Fiche de commémoratifs à remplir lors de l’échantillonnage de selles
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Annexe 3 : exemple de fiche de demande de séquençage BIOFIDAL avec descriptif des amorces à utiliser
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CLAUDE William
LES ZOONOSES TRANSMISES PAR LES REPTILES ET RISQUES ASSOCIES POUR LES MANIPULATEURS : ETUDE DE LA PREVALENCE DE L’AGENT CRYPTOSPORIDIUM SPP. DANS LES SELLES
Thèse d’Etat de Doctorat Vétérinaire : Lyon, 3 novembre 2017
RESUME : Les reptiles sont une source importante de maladies transmissibles à l’homme et peu d’informations sont données lors de leur achat sur les méthodes de prévention. Actuellement nous ne connaissons pas l’importance du portage de ces maladies ni même lesquelles sont réellement transmissibles ou non comme la cryptosporidiose.
Dans ce travail une première partie bibliographique présente les reptiles en tant que NAC et détaille les maladies qui sont susceptibles d’être transmises à l’homme par différentes voies de contamination. Puis dans une seconde partie sont exposés les résultats d’une étude de prévalence de l’agent Cryptosporidium sp. par l’utilisation et la comparaison de deux méthodes de détection sur selles.
Au total dans cette étude 153 échantillons provenant de 98 serpents, 35 lézards et 20 tortues ont été analysés. Seuls 131 ont été testé pour l’agent Cryptosporidium sp. avec une coloration au saccharose sur étalement direct et une nested-PCR. La prévalence finale obtenue est de 6,9%. Suite au séquençage nous avons pu mettre en évidence la présence de cryptosporidies spécifiques de reptiles mais également de cryptosporidies infectantes pour les mammifères. Une souche de Cryptosporidium hedgehog proche phylogénétiquement de C. parvum et C. hominis est mise en évidence. Son potentiel zoonotiques est à ce jour indéterminé.
MOTS CLES : - zoonose - reptile - cryptosporidium - France
JURY : Président : Monsieur le Professeur PONCHON Thierry 1er Assesseur : Madame le Professeur RENE-MARTELLET Magalie 2ème Assesseur : Monsieur le Professeur ZENNER Lionel
DATE DE SOUTENANCE : 3 novembre 2017
ADRESSE DE L’AUTEUR : 7 c impasse EMILE FRIOL 26600 Tain l’Hermitage France
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