REPUBLIQUE ALGERIENNE DEMOCRATIQUE ET POPULAIRE MINISTERE DE L’ENSEIGNEMENT SUPERIEUR ET DE LA RECHERCHE SCIENTIFIQUE
FACULTE DES SCIENCES DE LA NATURE ET DE LA VIE DEPARTEMENT DE BIOLOGIE
THESE En vue de l’obtention du
DOCTORAT EN SCIENCES BIOLOGIQUES Spécialité : Physiologie Végétale
Thème :
Caractérisation morpho- physiologique d’une halophyte,
atriplex, aux conditions arides
Présenté par : ZIDANE DJERROUDI Ouiza Soutenue le : 12 Janvier 2017
Devant le jury composé de : Présidente Prof BENNACEUR Malika Université Oran I ABB Examinateur Prof HADJADJ AOUL Seghir Université Oran I ABB Examinateur Prof BENHASSAINI Hachemi Université de Sidi Bel Abbès Examinateur Prof BENABADJI Noury Université de Tlemcen Examinateur Prof MILOUDI Ali Université de Mascara Directeur de Thèse Prof BELKHODJA Moulay Université Oran I ABB
2015-2016 Caractérisation morpho- physiologique d’une halophyte, atriplex, aux conditions arides Résumé: Cette étude a permis de déterminer les effets de l’acide salicylique en absence ou en présence du chlorure de sodium, sur la tolérance à la salinité de deux espèces d’atriplex (Atriplex halimus L. et d’Atriplex canescens (Pursh) Nutt.) à travers divers paramètres. La réponse des graines au cours de la germination a été d’abord appréciée par application de quatre concentrations d’acide salicylique (0.25, 0.5, 0.75 et 1 mM) et de deux concentrations de chlorure de sodium (300 et 600 meq.l-1). Le traitement 0,5 mM AS a induit un taux de germination et une valeur germinative maximales des graines d’Atriplex halimus L., alors que pour les graines d’Atriplex canescens (Pursh) Nutt., le TGF et la VG sont nettement élevé respectivement sous l’effet de 1 mM d’AS et sous 0,75 mM l-1 d’AS. La salinité réduite a permis une germination importante des graines des deux espèces. Les deux concentrations d’AS 0, 5 et 1 mM associées à 300 et 600 meq.l-1 NaCl montrent une grande variation du TGF et de la VG qui est en fonction de l’espèce, de la concentration d’AS et du NaCl. Ainsi, les traitements 0,5 mM d’AS combiné à 600 meq.l-1 NaCl et 1 mM d’AS + 300 meq.l-1 NaCl ont permis d’éliminer les effets inhibiteurs de la salinité et ont améliorer la germination finale et la valeur germinative des graines de l’Atriplex halimus L. et l’Atriplex canescens (Pursh) Nutt. respectivement. Les résultats relatifs à la réponse hydrique et biochimique des jeunes plantes d’atriplex âgées de 120 jours et stressées durant une semaine en présence ou non de l’AS, ont montré que sous stress salin seul ; la teneur en eau des feuilles, la teneur relative en eau, la biomasse aérienne et la teneur en K+ dans les deux organes ont diminué. Alors que, le déficit hydrique en eau des feuilles, la teneur en proline et en sodium, les ratios Na+/K+ des feuilles et des racines, ainsi que l’indice de sensibilité relative au sel ont sensiblement augmenté. L’application exogène de l’AS dans les milieux stressés a atténué les dommages de la salinité en comparaison aux plantes stressées uniquement au sel correspondant. L’apport de 1 mM d’AS associé à 600 meq.l-1 NaCl et à 300 meq.l-1 NaCl a provoqué une élévation de la teneur en eau respectivement chez Atriplex canescens (Pursh) Nutt. et chez Atriplex halimus L. Cependant, la teneur relative en eau s’est améliorée sous le traitement 0,5 mM d’AS +600 meq.l-1 NaCl chez Atriplex canescens (Pursh) Nutt. Ce dernier traitement a par contre réduit le déficit hydrique de saturation chez les deux espèces. En présence de 0,5 mM d’AS, la croissance des jeunes plantes d’atriplex a été stimulée, la teneur en proline au niveau des feuilles a augmenté sous 300 meq.l-1 NaCl chez Atriplex halimus L. et sous 600 meq.l-1 NaCl pour Atriplex canescens (Pursh) Nutt. L’absorption du K+ est également favorisée en présence de 300 meq.l-1 NaCl chez Atriplex canescens (Pursh) Nutt., dans les feuilles et les racines. Or, la teneur en Na+ des feuilles, l’indice de sensibilité et le ratio Na+/K+ ont diminué chez les deux espèces. Mots clés : Atriplex, stress salin, acide salicylique, NaCl, germination, paramètres hydrique, ajustement osmotique.
الخصائص المورفو- فييزيولوجية لنبات ملحي atriplex تحت ظروف المناطق الجافة
الملخص : تهدف هذه الدراسة لمعرفة تأثير حمض سالسليك في غياب ووجود كلور الصوديوم على تحمل الملوحة لنوعين من نبات Atriplex halimus L.) atriplex و .Atriplex canescens (Pursh) Nutt( من خالل العديد من المعايير . ان تقدير استجابة البذور اثناء االنبات و ذلك بعد معاملتها بواسطة اربع تراكيز من حامض السالسليك ) 0.25, 0.5, 0.75 و 1 ملي مول ( و تركيزين من كلور الصوديوم )300 وmeq.l-1600 (. بالنسبة للمعاملة 0.5 ملي مول من حامض سالسيليك فقد ادت الى الحصول على اعلى نسبة و قيمة من االنبات عند بذور Atriplex halimus في حين انه عند بذورAtriplex canescens فان نسبة االنبات النهائي و سرعة االنبات كانت عالية تحت تاثير كال التركيز 1 و0.75 ملي مول من حامض السالسليك كما ان التركيز القليل من كلور الصوديوم ادى الى نسبة انبات مهمة عند كل من النوعين . اما عند المعاملتين 1 و0.5 ملي مول من حامض السالسليك مع التركيزين 600 وmeq.l-1 300 من كلور الصوديوم فقد كانت هناك اختالف معنوي في زيادة نسبة االنبات النهائي و سرعة االنبات وذلك حسب نوع النبات و تركيز حمض السالسليك وكلور الصوديوم كذلك. باإلضافة الى ان التركيز 0.5 ملي مول من حامض السالسليك مع التركيز meq.l-1 600 من كلور الصوديوم و التركيز 1 ملي مول من حامض السالسليك و meq.l-1 300 من كلور الصوديوم سمح بالقضاء على الثاثير التثبيطي للملوحة و سمح بتحسين نسبة وعدد انبات بذور .Atriplex halimus L و.Atriplex canescens (Pursh) Nutt النتائج المرتبطة باستجابة المحتوى المائي والبيوكيميائي لنباتات ذات عمر 120 يوم مع اجهاد لمدة اسبوع بوجود حامض السالسليك وغيابه الحظنا ان تحت تأثير االجهاد الملحي فقط فان المحتوى المائي للورقة و محتوى الماء النسبي , الكتلة االحيائية للجزء الخضري الطري والجاف باإلضافة الى نسبة +K في الساق والجذور تناقصت، في حين ان المحتوى المائي للورقة و نسبة البرولين والصوديوم نسبة +Na+/K في االوراق و الجذور باإلضافة الى مؤشر للحساسية النسبي للملح قد كانت زيادتهم واضحة . ان التطبيق الخارجي لحمض السالسليك في الوسط المجهد ادى الى تخفيف الضرر الذي سببه االجهاد الملحى على النباتات بالمقارنة مع تلك الموجودة في وسط المجهد بالملح فقط دون اضافة حامض السالسليك . ان اضافة 1 ملي مول من حامض السالسليك و meq.l-1 600 و meq.l-1300 من كلور الصوديوم ادت الى ارتفاع نسبة الماء عند Atriplex canescens (Pursh) Nutt. و.Atriplex halimus L على التوالي مع انه نسب الماء قد تحسنت عند 0,5 ملي مول من حامض السالسليك وmeq.l-1 600 من كلور الصوديوم عندAtriplex canescens وهذه االخير قد ادت كذلك على انخفاض نسبة العجز المائي عند النوعين. اما عند المعاملة 0.5 ملي مول من حامض السالسليك فقد ادت الى تحفيز نمو نبات atriplex، نسبة البرولين في الورقة سجلت زيادة وذلك عند المعاملة meq.l-1300 من كلور الصوديوم عند Atriplex halimus، و تحت meq.l-1 600 بالنسبة لنوع Atriplex . canescens يفضل أيضا امتصاص+ K في وجود meq.l-1 300 كلوريد الصوديوم في اوراق وجذور (Atriplex canescens (Pursh .Nuttومن جهة اخرى فان نسبة+Na في االوراق و مؤشر الحساسية و نسبة +Na+/K تناقصت عند كال النوعين .
الكلمات المفتاحية: atriplex ، االجهاد الملحي ، حمض السالسليك ، NaCl، االنبات ، االمعيار المائي ، تعديل االسموزي.
A halophyte, atriplex morpho physiological characterization under arid conditions
Summary:
This study has shown the effects of Salicylic Acid (SA) in the absence or presence of sodium chloride, on both atriplex species (Atriplex halimus L. and Atriplex canescen (Pursh) Nutt salt tolerance through various parameters. The seeds reaction during germination was first appreciated by applying four SA concentrations (0.25, 0.5, 0.75 and 1 mM) and two concentrations of sodium chloride (300 and 600 meq.l-1 NaCl). The 0.5 mM SA treatment induced a maximum germination rate and value among Atriplex halimus L. seeds, whereas the Atriplex canescens ( Pursh) Nutt. seeds , final germination rate (FGR) and the germination value (GV) were significantly high, respectively under the effect of 1 mM and 0.75 mM l-1 SA. Furthermore low salinity is likely to cause major seed germination among both species. both 0.5 and 1 mM SA concentrations associated with 300 and 600 meq.l-1 NaCl caused a large variation of the FGR and GV, depending the species type and the SA and NaCl concentrations. Thus, treatments 0.5 mM AS, combined with 600 meq.l -1 NaCl and 1 mM SA + 300 meq.l -1 NaCl were used to remove the inhibitory effects of salinity and have improved overall final FGR and GV of Atriplex halimus L. and Atriplex canescens ( Pursh) Nutt. respectively.
The water and biochemical reaction results of 120 days young atriplex plants to stressing during a week on the presence or absence of SA, showed that only under salt stress: water content of leaves, relative water content, aerial biomass and the potassium content in both organs had decreased. However, the water deficit in the water leaves , the content of proline and sodium, ratios Na+/K+ leaves and roots , and the index relative sensitivity to salt increased significantly .The exogenous application of SA in stressed environments decreased salinity damage in comparison to plants stressed exclusively with salt
The addition of 1 mM SA associated with 600 meq.l-1 NaCl and 300 meq.l-1 NaCl improved water content, respectively, in Atriplex canescens (Pursh) Nutt. and in Atriplex halimus L. However, the relative water content has improved under the 0.5 mM AS+600meq.l-1 NaCl treatment in Atriplex canescens (Pursh) Nutt. But the later treatment seemed to reduce water saturation deficit in both species.
To sum up, the 0.5 mM SA presence stimulated the groth among atriplex young plants, Proline leaf content increased to to 300 meq.l-1 NaCl in Atriplex halimus L. and under 600 meq.1-1 NaCl for Atriplex canescens. In addition The absorption of K+ is was favored in the presence of 300 meq.l-1 NaCl in both leaves and roots of Atriplex canescens (Pursh) Nutt. On the other hand, leaves Na+ content , sensitivity index and the ratio Na+/K+ declined in both species.
Keywords: atriplex, salinity, salicylic acid, NaCl, germination, water parameters, osmotic adjustment.
Dédicaces
A ma très chère mère, merci pour tes sacrifices, pour ton soutien incontournable, pour ta compréhension et ta patience. Que Dieu tout puissant te protège et te garde pour moi.
A la mémoire de mon père que je n’ai jamais vu et de mon oncle qui a été un deuxième père que j’appelais « Vavas Ninou ». Reposez-vous en paix.
A mon mari et mes enfants Hassane, Linda et Kahina. C’est avec plein d’amour et de fierté que je vous dédie ce travail, je vous remercie pour votre soutien moral, et pour vos sentiments d’affection et d’amour qui représentent pour moi le pilier de tous mes efforts.
REMERCIEMENTS Je remercie Dieu le tout puissant pour m’avoir donné le souffle, l’énergie et la volonté pour réaliser cette étude. Mon travail de thèse de Doctorat en Sciences Biologiques est réalisé sous la direction de Monsieur BELKHODJA Moulay, Professeur à l'Université d’Oran I, que je remercie du fond du cœur pour avoir accepté de diriger cette thèse, et pour ses conseils. Je suis également reconnaissante pour le temps conséquent qu’il m’a accordé. Je suis très sensible à l’honneur que m’a fait Madame BENNACEUR Malika, Professeur à l'Université d’Oran I en acceptant de présider mon jury. Je lui exprime toute ma reconnaissance pour l’intérêt porté à mon travail. Je tiens à remercier vivement les membres du jury : Monsieur HADJADJ AOUL Seghir, Professeur à l'Université d’Oran I ; Monsieur BENHASSAINI Hachemi, Professeur à l’Université de Sidi Bel Abbès ; Monsieur BENABADJI Noury, Professeur à l’Université de Tlemcen ; Monsieur MILOUDI Ali, Professeur à l’Université de Mascara. J’avoue que je suis très sensible à l’honneur que vous me faites d’avoir accepté d’examiner ce modeste travail. Nul remerciement ne saurait exprimer mes sentiments de gratitude et de reconnaissance envers Monsieur le Professeur BOUTARFAIA Ahmed, recteur de l’Université de Ouargla pour toutes les facilités qu’il a mis à ma disposition pour le bon déroulement de cette thèse. De plus, je n’oublierai jamais le soutien moral que vous m’avez apporté tout au long de la préparation de cette thèse. Je suis profondément reconnaissante envers Madame Bissati Samia, Professeur à l'Université de Ouargla, je vous remercie pour vos encouragements. Je voudrais remercier Monsieur GOUSMI Douadi Ex- directeur de l’ITDAS de Ouargla pour tout ce qu’il a fait pour moi depuis mes débuts de recherches en thèse d’Ingéniorat jusqu’à présent, pour tous les conseils avisés et pour son écoute qui ont été prépondérants pour la bonne réussite de mes travaux. J’ai beaucoup appris à ses côtés et je n’oublierai jamais tout ce qu’il m’a appris. Mes remerciements les plus sincères s’adressent à Monsieur, DADA MOUSSA Belkhir, recteur de l’université de Ghardaïa, pour ses appuis et son soutien matériel et moral, quant à la réalisation de ce travail. Merci à tout le personnel du laboratoire de "Bio ressources sahariennes, préservation et valorisation", en particulier ALLOUI Nabiha et IDDER Saida. Je remercie également très chaleureusement toutes les personnes qui m'ont apporté leurs aides et qui ont contribué au bon déroulement de cette thèse, mes collègues et amis, pour leur soutien moral au fil des années ; ainsi que tout le personnel de cette université à laquelle j’appartiens et où j’ai passée 30 ans de ma vie. Je n’ai pas le droit d’oublier et de remercier profondément tous les ouvriers de l’exploitation de l’ITAS qui ont toujours répondu présents pour m’aider. Mes respects. Cette thèse doit beaucoup aux nombreuses personnes qui m’ont encouragé, soutenu et conforté au long de toutes ces années. Qu’elles trouvent dans ce travail l’expression de mes plus sincères remerciements.
LISTE DES ABREVIATIONS PS : poids sec PF : poids frais MF : Matière fraîche ha : hectare M : molaire meq.l-1 : milliéquivalent par litre µmole : micromole mM l-1 : millimole par litre nm : nanomètre mm : millimètre ml : millilitre m : mètre cm : centimètre g : gramme kg : kilogramme NaCl : chlorure de sodium AS : acide salicylique K+ : potassium Na+ : sodium T.G.F : Taux de germination final V.G : Valeur germinative TE : Teneur en eau TRE : Teneur relative en eau DHS : Déficit hydrique de saturation I.S.R.S : Indice de sensibilité relative au sel % : Pourcent ADN : Acide Désoxyribonucléique
CO2 : Dioxyde de carbone H2O2 : peroxyde d’hydrogène °C : degré Celsius HCl : Acide chlorhydrique P5C : pyroline-5-carboxylate (P5C) P5CS : pyroline-5-carboxylate synthétase P5CR : pyroline-5-carboxylate réductase P5CDH: pyroline-5-carboxylate déshydrogénase ProDH : proline déshydrogénase V/V : volume pour volume CR : capacité de rétention LSD : différence significative minimale SPSS : Statistical Package for the Social Sciences FAO : Food and Agriculture Organisation I.P.T.R.I.D : International Programme for Technology and Research in Irrigation and Drainage
LISTE DES FIGURES
Fig. 1-Principaux effets d’une forte salinité sur les plantes (d’après Parida et Das, 2005)……… ……………………………………………………..07
Fig.2- Voie de biosynthèse de la proline dans les plantes supérieures (Ashraf et Foolad, 2007). ………………………………………………………………….11
Fig. 3 -Voies simplifié de biosynthèse AS benzoïque Acide 2- hydroxylase BA2H, ICS isochorismate synthase, IPL isochorismate pyruvate lyase, phénylalanine PAL ammoniac lyase, AS (d’après Hara et al., 2012)……………………………………………………...17
Fig.4- Taux de germination final des graines d’Atriplex halimus L. et d’Atriplex canescens (Pursh) Nutt. selon la concentration en AS durant 23 jours……………………………….27
Fig.5- Variation de la valeur germinative des graines d’Atriplex halimus L. et Atriplex canescens (Pursh) Nutt. selon la concentration en AS durant 23 jours……………………28
Fig.6- Taux de germination des graines d’Atriplex halimus L. et d’Atriplex canescens (Pursh) Nutt. sous l'AS en présence du NaCl durant 23 jours……………………………..30
Fig.7- Variation de la valeur germinative des graines d’Atriplex halimus L.et d’Atriplex canescens (Pursh) Nutt. sous l'AS en présence du NaCl durant 23 jours…………………31
Fig.8- Teneur en eau (TE) des feuilles d’Atriplex halimus L. et d’Atriplex canescens (Pursh) Nutt. âgées de quatre mois, stressées au NaCl seul ou additionné à l’AS durant une semaine…………………………………………………………………………………….34
Fig.9- Teneur relative en eau (TRE) des feuilles d’Atriplex halimus L. et Atriplex canescens (Pursh) Nutt. âgées de quatre mois, stressées au au NaCl seul ou additionné à l’AS durant une semaine …………………………………………………. ……………...36
Fig. 10- Déficit hydrique de saturation des feuilles d’Atriplex halimus L. et Atriplex canescens (Pursh) Nutt. âgées de quatre mois, stressées au NaCl seul ou additionné à l’AS durant une semaine………………………………………………………………………...37
Fig.11- Biomasse aérienne fraîche et sèche d’Atriplex halimus L. âgées de quatre mois, stressées au NaCl seul ou additionné à l’AS durant une semaine…………………………39
Fig.12 - Biomasse aérienne fraîche et sèche d’Atriplex canescens (Pursh) Nutt. âgées de quatre mois, stressées au NaCl seul ou additionné à l’AS durant une semaine…………...41
Fig. 13 - Variation de la teneur en proline des feuilles et des racines de l’Atriplex halimus L. âgées de quatre mois, stressées au NaCl seul ou additionné à l’AS durant une semaine…………………………………………………………………………………….45
Fig. 14- Variation de la teneur en proline des feuilles et des racines d’Atriplex canescens (Pursh) Nutt. âgées de quatre mois, stressées au NaCl seul ou additionné à l’AS durant une semaine……………………………………………………………………………….46
Fig. 15 -Variation de la teneur en Na+ des feuilles et des racines d’Atriplex halimus L. âgées de quatre mois, stressées au NaCl seul ou additionné à l’AS durant une semaine. …………………………………………………………………………………...48
Fig. 16-Variation de la teneur en Na+ des feuilles et des racines d’Atriplex canescens (Pursh) Nutt. âgées de quatre mois, stressées au NaCl seul ou additionné à l’AS durant une semaine. ……………………………………………………50
Fig.17- Variation de la teneur en K+ des feuilles et des racines d’Atriplex halimus L. âgées de quatre mois, stressées au NaCl seul ou additionné à l’AS durant une semaine...... 52
Fig.18- Variation de la teneur en K+ des feuilles et des racines d’Atriplex canescens (Pursh) Nutt. âgées de quatre mois, stressées au NaCl seul ou additionné à l’AS durant une semaine. …………………………………………………………………………………...54
Fig. 19- Variation du ratio Na+/K+ des feuilles et des racines d’Atriplex halimus L. âgées de quatre mois, stressées au NaCl seul ou additionné à l’AS durant une semaine………..56
Fig. 20- Variation du ratio Na+/K+ des feuilles et des racines d’Atriplex canescens (Pursh) Nutt. âgées de quatre mois, stressées au NaCl seul ou additionné à l’AS durant une semaine………………………………………………………………………...58
LISTE DES TABLEAUX
Tableau 1- Traitements utilisés. …………………………………………………………23
Tableau 2-Variation de l’indice de sensibilité relative au stress salin des plantes d’Atriplex halimus L. et Atriplex canescens (Pursh) Nutt. âgées de quatre mois, stressées au NaCl seul (300 et 600 meq.l-1) ou additionné avec 0,5 et à 1 mM d’AS durant une semaine. ………………………………………………………………………………43
LISTE DES PHOTOS
Photo 1 - plantation d’Atriplex halimus L. (à droite) et Atriplex canescens (Pursh) Nutt. à gauche) âgée de 4 ans mise en place en 2006 à la station de Hassi Ben Abdellah……….14
Photo 2 - Plantules d’Atriplex halimus L. (A) et d’Atriplex canescens (Pursh) Nutt. (B) dans les alvéoles au stade 5 - 6 feuilles……………………………………………………21
Photo 3- Plantules d’Atriplex halimus L. et Atriplex canescens (Pursh) Nutt. âgées d’une semaine après le repiquage………………………………………………………………...22
Table des matières
TABLE DES MATIERES
INTRODUCTION ……………………………………………………………………….01 CHAPITRE I – SYNTHESE BIBLIOGRAPHIQUE I- LA SALINITE…………………………………………………………………………04 1 - Salinité et le sol……………………………………………………………………. 2- Stress salin chez les plantes………………………………………………………. 2.1- Effets de la salinité sur la germination……………………………………….05 2.2 - Effets de la salinité sur la croissance et le développement………………….. 2.3- Effets de la salinité sur la photosynthèse……………………………………..07 2.4 - Effets de la salinité sur les paramètres hydriques……………………...... 08
3- Mécanismes de résistance à la salinité chez les végétaux………………………...... 08 3.1- Exclusion et inclusion : stratégies d’adaptation au Na+…………………….. 3.2 - Mécanismes morphologiques ………………………………………………. 3.3- Mécanismes anatomiques ………………………………………………...... 09 3.4- Mécanismes physiologiques ……………………………………………...... 3.5 - Adaptations métaboliques et accumulation des solutés organiques ……..…..10
4- Rôles des cations alcalins sodium et potassium dans la plante …………………….12 4.1- Rôle du sodium ……………………………………………………………… 4.2- Rôle du potassium ……………………………………………………………
II - LA PLANTE ………………………………………………………………………...13 1- Espèces Atriplex halimus L. et Atriplex canescens (Pursh) Nutt. taxonomie et caractères botaniques ………………………………………...... 14 2- Importance économique et écologique….………………………………………15
III- FACTEUR HORMONALE : Acide salicylique et les réponses des plantes…...... 16 1- Généralités……………………………………………………………………… 2- Biosynthèse de l'acide salicylique……………………………………………... 3- Mode d’action et rôle de l’acide salicylique…………………………………...17 4- Acide salicylique et le stress salin………………………………………………18
CHAPITRE II - MATERIEL ET METHODES I - Matériel végétal ………………………………………………………………………19 II- Méthodes …………………………………………………………………………….. 1 - Essai de germination………………………………………………………………… a- En présence d’acide salicylique……………………………………………….. b- Application du stress salin …………………………………………………...... 20
Table des matières
2- Conditions de germination et mesures effectuées…………………………………... a- Conditions de germination…………………………………………………….. b- Mesures effectuées…………………………………………………………….. 3- Essais en serre ……………..…………………………………………………………21 a- Conditions de culture………………………………………………………….. b- Substrat de culture ………………………………………………………...... 22 c- Solutions d’arrosage…………………………………………………………… d- Dispositif expérimental ………………………………………………………...23 e - Application du stress……………….………………………….. ……………… f- Préparation et analyse du matériel végétal …………………………………...... Paramètres hydriques……………………………………………...... Teneur en eau (T.E.) des feuilles……………………………...... Teneur relative en eau (T.R.E.) des feuilles………………………24 Déficit hydrique de saturation (D.H. S.) des feuilles…………….. Indice de sensibilité relative au sel (I.S.R.S.) ……………………..25 . Paramètres biochimiques ……………………………………………... Extraction et dosage de la proline des feuilles et des racines…….. Dosage du sodium et du potassium des feuilles et des racines……………………………………………………………...26
4- Analyse statistique……………………………………………………………………..26
CHAPITRE III – REPONSES DES DEUX ESPECES D’ATRIPLEX A LA SALINITE AU STADE GERMINATION ET AU COURS DE LEUR DEVELOPPEMENT
I- AU STADE GERMINATION …………………………………………………….27 1-Réponses des graines à l’acide salicylique (AS) seul ……………………………….. 1.1- Taux de germination final (T.G.F) …………………………………………... 1.2 - Valeur germinative (V.G) …………………………………………………...28 2-Réponses des graines à la salinité associée à l’AS……………………………………29 2.1- Taux de germination final (T.G.F) ………………………………………...... 2.2 - Valeur germinative (V.G) …………………………………………………...31
II- AU STADE JEUNE PLANTE ………………………………………………………33 1- Effet du NaCl et de l’AS sur le statut hydrique. …………………………………… 1.1- Teneur en eau des feuilles…………………………………………………… 1.2- Teneur relative en eau des feuilles……………………………………………35 1.3- Déficit hydrique de saturation des feuilles……………………………………37
2- Effet du NaCl et de l’AS sur la biomasse et l’indice de sensibilité à la salinité …...39 2.1- La biomasse aérienne chez Atriplex halimus L. ……………………………... 2.2- Biomasse aérienne chez Atriplex canescens (Pursh) Nutt. ………………...... 41 2.3- Indice de sensibilité relative au sel …………………………………………..43 Table des matières
3- Effet du NaCl et de l’AS sur la teneur en proline des feuilles et des racines………44 3.1- Chez Atriplex halimus L. ……………………………………………………. 3.2- Chez Atriplex canescens (Pursh) Nutt. ………………………………………46
4- Effet du NaCl et de l’AS sur la teneur en Na+ et K+ des feuilles et des racines…...48 4.1- Variation de la teneur en Na+………………………………………………… Chez Atriplex halimus L. …………………………………………………. Chez Atriplex canescens (Pursh) Nutt. …………………………………...50
4.2- Variation de la teneur en K+ ………………………………………………….52 Chez Atriplex halimus L. …………………………………………………. Chez Atriplex canescens (Pursh) Nutt. …………………………………...54
4.3-Variation du ratio Na+/K+ ……………………………………………………56 Chez Atriplex halimus L. …………………………………………………. Chez Atriplex canescens (Pursh) Nutt. …………………………………...58
DISCUSSION ET CONCLUSION GENERALES…………………………………….61 REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES……………………………………………….69 ANNEXES
Introduction
INTRODUCTION
La production agricole dans le monde entier peut être limitée par une diversité de stress abiotiques, notamment la salinité (Munns et Testeur, 2008; Garza Aguirre, 2015 ; Jayakannan et al., 2015). Environ 800 millions d'hectares de terres sont affectés par la salinité, ce qui représente environ 6% de la superficie totale des terres de la planète et 20% de la superficie cultivée dans le monde (Jia et al., 2011 ; jyothi-Prakash, 2015).
La salinité du sol et de l’eau représente l'un des principaux problèmes dans l'utilisation efficace des terres pour l'agriculture et affecte le rendement des cultures dans le monde entier (Flowers et al., 2010; Qadir et al., 2014) et en particulier dans les régions arides et semi-arides (Parvaiz et Satyawati, 2008). L’aridité s’impose de façon permanente vu le déficit pluviométrique (Munns et al., 2006). Or, la population mondiale ne cesse d'augmenter, alors qu'il ya une diminution constante de terres arables, due à cette contrainte (Kafi et Khan 2008). Ce qui remet en question la capacité à accroître la production alimentaire agricole qui atteindra d'ici 2050, 70% pour répondre à la croissance de la population prévue à 9,3 milliards (Shabala, 2013 ; Jayakannan et al., 2015).
La salinité des sols est due soit à une irrigation intensive des cultures avec une eau riche en sel, souvent mal contrôlée avec des eaux saumâtres (Rengasamy, 2010) ou à l’utilisation abusive des engrais (Yamaguchi et Blumwald, 2005).
La salinisation des sols est non seulement l’effet direct de l’irrigation mais aussi celui de la remontée des nappes souterraines salées qui, par évaporation déposent des sels dans le sol et surtout à sa surface (Zhu, 2007). L’absence d’un lessivage naturel des sels et l’augmentation de la charge saline des eaux d’irrigation ne peuvent conduire qu’à la stérilisation complète des sols (Duarte et al., 2015).
De nombreux travaux ont montré que l’irrigation saline réduit la croissance et le rendement de nombreuses espèces végétales (Jamil et al., 2011 ; Fahramand et al., 2014). Cette réduction résulte d'un certain nombre de dysfonctionnements physiologiques et biochimiques dans les plantes cultivées sous stress salin (Singh et al., 2015).
En fait, le stress salin est une conséquence du déséquilibre des balances ioniques et osmotiques cellulaires (Flowers et al., 2010 ;Yadav et al., 2011), désactivant ainsi les fonctions cellulaires vitales d'une plante. Cette phase de stress se caractérise par une disponibilité réduite en eau, une augmentation du taux de respiration, une modification de la distribution minérale et une défaillance dans le maintien de la pression de turgescence (Cuartero et al., 2006).
La salinité induit également la production d'espèces réactives de l'oxygène (Nazar et al., 2011; Khan et al., 2012), et déclenche l'inhibition de la photosynthèse et des minéraux en perturbant le statut nutritif (Turan et Tripathy, 2012 ; Singh et al., 2015).
1 Introduction
Le sodium est un élément important pour la croissance des halophytes, il participe dans le processus de la photosynthèse, l'ajustement osmotique et maintien le gradient de potentiel de l'eau (Ahmad et Sharma, 2010; Joshi et al., 2015).
En outre, bien qu'il ait été proposé que les deux cations Na+ et Cl- sont impliqués dans l'ajustement osmotique des halophytes en réponse à la forte salinité du sol, les ions Na+ contribuent plus efficacement que les ions Cl- pour assurer cette fonction (Ramos, 2004).
Le programme de repeuplement végétal dans les zones arides et semi-arides doit comprendre des espèces manifestant une résistance à la salure comme les halophytes (Aslam et al., 2011) couvrant environ 1% de la flore du monde (Flowers et Colmer, 2008). Celles-ci sont dotées de caractéristiques requises pour tolérer le sel et de s’adapter, en déclenchant des mécanismes de résistance et/ou de tolérance à ces contraintes (Sambatti et Caylor, 2007). En plus de leur tolérance aux sels, les halophytes se caractérisent aussi par leur capacité de réguler la teneur relative en eau et le potentiel hydrique des feuilles dans des conditions stressantes (Joshi et al., 2015). Les halophytes déclenchent des mécanismes de tolérance qui contribuent à l’adaptation au stress osmotique et ionique provoqué par la salinité élevée (Lee et al., 2008), tel que l'accumulation ou l'exclusion d'ions sélective (Garza Aguirre, 2015) et la capacité de synthétiser et d'accumuler des solutés compatibles ou osmoprotecteurs dans leur cytoplasme (Parida et Das, 2005).
L’introduction d’espèces fourragères connues pour leur tolérance à la salinité, tels que les atriplex s’avère intéressante dans la mise en valeur des régions semi-arides et pré- désertiques, ainsi que la lutte contre la désertification. Elles constituent une réserve fourragère pour les périodes de disettes (Le Houérou, 1992).
Le genre atriplex s’adapte bien aux conditions environnementales dures et se caractérise par sa grande diversité avec plus de 400 espèces, dont la plupart se développe dans les régions où les précipitations annuelles varient entre 100 et 400 mm/an (Le Houérou, 1992). Il constitue un matériel utile pour l'identification des mécanismes physiologiques impliqués dans la résistance aux stress abiotiques (Wang et Showalter, 2004). Notre choix a porté sur deux espèces d’atriplex, Atriplex halimus « endémique » et Atriplex canescens (Pursh) Nutt. introduite.
La salinité conduit également à un abaissement du potentiel hydrique du sol et à une accumulation des ions toxiques chez les plantes (Ben Rejeb et al., 2012). Ainsi, de nombreux métabolites sont impliqués dans cet ajustement (Munns, 2002). Parmi ces molécules organiques, citons la glycine bétaine, les sucres solubles et la proline (Ottow et al., 2005 ; Szabados et Savouré, 2010 ; Ben Rejeb et al., 2012). Le rôle d’osmoticum de la proline a été rapporté par de nombreux auteurs (Turan et al., 2007 ; Ben Rejeb et al., 2012). L’accumulation de la proline est une réponse métabolique commune aux plantes pour faire face aux contraintes de l’environnement (Szabados et Savoure, 2010 ; Ben Rejeb et al., 2012).
2 Introduction
Plusieurs études ont montré que les halophytes sont particulièrement sensibles au sel au cours de la germination et la levée des semis; en effet, la salinité affecte négativement la germination, stade le plus sensible par effet osmotique et / ou toxicité ionique (Khan et al., 2003 ; Bouda et Haddioui, 2011 ; Nedjimi et al., 2013).
L’inhibition de la croissance des plantes par les stress abiotiques se manifeste à l’échelle de la cellule par une diminution de l’expansion et la division de la cellule. La perturbation de ces processus est liée à un déséquilibre hormonal induit par les stress abiotiques. Ces hormones comme l’acide salicylique entre autre dont son application exogène peut augmenter la tolérance au sel (Xiong et Zhu, 2002). Son rôle de renforcer les mécanismes de tolérance au stress et d’atténuer les effets néfastes de la salinité, a été largement mis en évidence sur de nombreuses espèces (Palma et al., 2013; Khan et al., 2015).
L'acide salicylique est un régulateur de croissance endogène de nature phénolique, qui participe à la régulation du processus physiologiques dans les plantes. Des études récentes indiquent qu'il participe également dans la signalisation des stress abiotiques (Hao et al., 2011) et à la résistance et/ou la tolérance de la plante face au stress (Gunes et al., 2007; Hayat et al., 2010). Les différents travaux suggèrent que l’AS est efficace pour induire l’ajustement dans l'absorption d'ions (Nazar et al., 2014) et d'atténuer les effets négatifs de la salinité sur la germination des graines (Lee et al., 2010; Motamedi et al., 2013), la croissance de différentes plantes (Nazar et al., 2011 ; Hara et al., 2012 ) et impliqué dans la régulation du métabolisme de la proline (Yusuf et al., 2008 ; Misra et Saxena, 2009 ; Iqbal et al., 2014).
Notre approche vise à connaître les stratégies mises en jeu des deux espèces Atriplex halimus L. et Atriplex canescens (Pursh.) Nutt. soumises au NaCl associé ou non à l’acide salicylique.
Afin de mieux comprendre l’impact de l’association salinité-acide salicylique sur le comportement des deux espèces, nous avons analysé, dans un premier temps, les réponses des graines sous contrainte saline et hormonale à travers le taux final des graines germées puis la valeur germinative.
Dans une seconde étape, nous avons examiné la réponse des plantes à l’action de la salinité seule ou associée à l’acide salicylique. Les paramètres pris en considération sont la teneur en eau et le déficit hydrique de saturation des feuilles. Par ailleurs, nous avons déterminé l’indice de sensibilité à la salinité.
La dernière partie s’achève par une analyse des variations de la proline et des cations sodium et potassium des feuilles et des racines.
3 Chapitre I Synthèse bibliographique
CHAPITRE I – SYNTHESE BIBLIOGRAPHIQUE
I - LA SALINITE
1- Salinité et le sol
Un sol salin est caractérisé par une forte concentration en sels, la conductivité électrique des solutions des sols saturés en sels est supérieure à 4 dS/m, l’équivalent de 40 mM NaCl (Ashraf et al., 2008). La plupart des terres infectées par la salinité sont dues à des causes naturelles ou à l'accumulation des sels dans les zones arides et semi-arides (Rengasamy, 2002). En effet, 80% des terres salinisées ont une origine naturelle ; il s’agit d’une salinisation « primaire » et 20%, sur le continent africain, ont une origine « secondaire» ou induite par les activités agricoles, comme l’irrigation combinée à un mauvais drainage ou l’utilisation de certains types d’engrais (FAO et IPTRID, 2006). En effet, l'arrosage avec une eau chargée en sels peut augmenter la salinité du sol (Letey et al., 2011). Quel que soit son origine, la salinisation affecte la croissance des végétaux, pouvant induire l’abandon de terrains agricoles (Amezketa, 2006). Sur les 1500 millions d'hectares de terres utilisées pour l'agriculture des terres arides, 32 millions d'hectares (2%) sont affectées par la salinité secondaire à des degrés divers. Sur les 230 millions d'hectares de terres irriguées, 45 millions d'hectares (20%) sont affectées de sel. La terre irriguée totale représente pour seulement 15% de la totalité des terres cultivées (Jyothi-Prakash., 2015). En Afrique, 39 millions d'hectares, sont des sols salins et parmi eux 34 millions d'hectares sont des sols sodiques (FAO, 2008). En Algérie plus de 20% des sols irrigués sont concernés par des problèmes de salinité (Rouabhia et Djabri, 2010). Dans la majorité des sols salins, le NaCl est la forme chimique principalement retrouvée, représentant entre 50 et 80 % des sels solubles totaux (Rengasamy, 2010). En effet, selon Xiong et Zhu (2002), aucune autre substance toxique est connu pour limiter la croissance des plantes plus que le sel. Confrontées à une situation de stress salin, les plantes développent des mécanismes pour réguler l’accumulation de Na+ et Cl- ainsi que pour sélectionner d'autres éléments nutritifs, couramment présents en faibles + - concentrations dans le sol, tels que K et NO3 . Les Na+ et Cl- sont effectivement exclus par les racines dans la plupart des plantes, tandis que l'eau est reprise à partir du sol (Munns, 2005).
2- Stress salin chez les plantes
Chez la plante, la tolérance au sel est sa capacité à croître et à compléter son cycle de vie sur un substrat qui contient de fortes concentrations en sels solubles (Parida et Das, 2004). Les plantes qui peuvent survivre sur des concentrations élevées en sels dans la rhizosphère sont appelées les halophytes, tandis que les glycophytes sont les plantes que l’on ne rencontre pas naturellement sur un substrat salin, et ne pouvant tolérer qu’une faible quantité de sels dans le milieu de croissance. Les glycophytes sont très sensibles au sel : leur croissance est sévèrement inhibée, voire nulle par 100-200 mM NaCl. Les plantes
4 Chapitre I Synthèse bibliographique peuvent survivre sur des concentrations supérieures à 300 meq.l-1 de NaCl. Certaines halophytes peuvent tolérer des niveaux de sels extrêmement élevés, telles que Atriplex vesicaria qui peut produire des rendements élevés en présence de 700 mM NaCl, tandis que Salicornia europaea resterait en vie à 1020 mM NaCl (Zhu, 2007). En fonction de leur capacité à tolérer le sel, les halophytes sont caractérisées par une grande diversité morphologique et physiologique qui leur permet de faire face à des conditions salines. Le stress salin s’applique sur la plante sous deux types de contraintes. Le sel exerce d’abord un effet osmotique, dès que les racines sont en contact avec lui jusqu’à un niveau seuil de concentration en sel (Munns et Tester, 2008). Ensuite, il s'accumule à des concentrations toxiques dans les feuilles et entraîne un stress ionique. Le stress perçu par une plante, autrement dit, le niveau de tension interne, dépend de la résistance de l’organisme à un type de stress appliqué avec une certaine intensité. En plus du type de stress et de son intensité, il faut également considérer la durée d’exposition. En effet, si l’intensité d’un stress est trop faible pour provoquer des dommages irréversibles à court terme, à long terme, ce stress peut provoquer des changements plastiques, voir la mort de l’organisme (Munns, 2002). Le stress salin s’applique surtout à un excès d’ions en particulier, mais pas exclusivement aux ions Na+ et Cl- (Hopkins, 2003). Stress osmotique Le stress osmotique est une circonstance défavorable, qui est susceptible de perturber le fonctionnement physiologique normal de la plante, en affectant la croissance immédiatement causée par le sel à l'extérieur des racines (Munns, 2005 ; Munns et Tester, 2008). L’eau circule dans la plante, du sol vers les feuilles où elle passe à l’état gazeux au niveau des parois cellulaires des cellules du mésophylle avant de s’échapper dans l’air ambiant, en traversant l’épiderme, principalement par les stomates.
Stress ionique Le stress ionique est due à une combinaison de l'accumulation d'ions dans la partie aérienne et une incapacité à tolérer les ions qui se sont accumulés dans les tissus végétaux (Munns et Tester, 2008). Le stress ionique est spécifique du stress salin. Il a moins d'effet par rapport au stress osmotique, en particulier à faible concentration en sels. Il accélère la sénescence et la maturité des feuilles. Pour la plupart des espèces, le Na+ atteint une concentration toxique avant le Cl- durant le stress salin. La concentration du sodium dans les parties aériennes est supérieure à celle de la racine en raison du haut influx à partir de la racine et de la faible quantité en cet ion qui recircule à travers le phloème vers la racine (Tester et Davenport, 2003). Le sodium ion peut dérégler les processus métaboliques en entrant en compétition avec K+ pour sa fixation sur des enzymes et des protéines importantes. Plus de 50 enzymes sont activées par K+ mais le Na+ ne peut pas assurer la même fonction.
5 Chapitre I Synthèse bibliographique
2.1- Effets de la salinité sur la germination
Les stress salin et hydrique peuvent réduire la germination en limitant l'absorption de l'eau par les graines (Boulghalagh et al., 2006), soit en affectant la mobilisation des réserves stockées ou en affectant l'organisation et la synthèse structurale des protéines dans des embryons de germination (Hermann et al., 2007). Ces paramètres pourraient être affectés par les composants ioniques et osmotiques du stress salin, bien que l'importance de chaque composant puisse différer selon les espèces et même les cultivars (Dodd et Donovan, 1999). Des études ont rapporté un retard de la germination, causé par la salinité chez plusieurs glycophytes et halophytes (Belkhodja et Bidai, 2004; Boulghalagh et al., 2006 ; Bouda et Haddioui, 2011; Nedjimi et al., 2013). Les halophytes sont exposées à des variations de température et de salinité et leur succès est tributaire du maintien de leur viabilité et de leur capacité à germer facilement lorsque la température et le stress de la salinité sont réduits (Khan et Gul, 2005). La salinité induite par le stress oxydatif pourrait être une raison de l'inhibition de la germination (Ben Amor et al., 2005). Les espèces d’ariplex répondent différemment à la salinité selon les stades de développement de la plante (Ungar, 1991). La germination des graines est le premier stade physiologique affecté par la salinité. La capacité d’une graine à développer un embryon viable dépend des conditions du milieu de germination et en particulier de sa teneur en sels ; une salinité excessive réduit la vitesse de germination ainsi que la faculté.
2.2 - Effets de la salinité sur la croissance et le développement
Les effets de la salinité sur les plantes sont de deux types de stress : le stress hydrique, causé par la difficulté de l'absorption d'eau et le stress ionique, lié à l'effet d'ions sodium sur les diverses fonctions cellulaires, la diminution de l'absorption des nutriments, les activités enzymatiques, la photosynthèse et le métabolisme (Tester et Davenport 2003; Yamaguchi et Blumwald, 2005). La plante montre alors des signes de stress par la production d’anthocyanes ou la diminution de la chlorophylle et les teneurs en caroténoïdes totaux (Parida et Das, 2005). Si chez certaines halophytes, la croissance est stimulée par un apport modéré de sels, ce phénomène reste limité par un niveau de tolérance (Calu, 2006). Ainsi, le sodium commence à avoir un effet inhibiteur sur l’activité enzymatique à partir d’une concentration de 100 mM l-1 (Mohsen, 2011) et la capacité des plantes à réduire les teneurs en sodium dans le cytoplasme semble être un des éléments décisifs de la tolérance à la salinité (Yamaguchi et Blumwald 2005; Apse et Blumwald 2007). Le ralentissement de la croissance peut résulter soit de la perte de turgescence des cellules due au stress osmotique, induit par les solutés externes, ou bien de l’utilisation des composés carbonés et azotés à des fins de protection et d’osmorégulation aux dépens de leurs implications dans la production de biomasse ; ou encore du déséquilibre nutritionnel + ++ - causé par l’absorption réduite des ions essentiels, comme le K , le Ca ou NO3 en liaison avec cette accumulation excessive (Haouala et al., 2007).
6 Chapitre I Synthèse bibliographique
Un stress salin extrême conduit au nanisme et à l’inhibition de la croissance racinaire. Les feuilles deviennent sclérosées avant même d’avoir fini leur croissance et l’organisme tout entier risque de dépérir assez vite (Calu, 2006) (Fig.1).
2.3- Effets de la salinité sur la photosynthèse
Il est connu que le sel affecte la photosynthèse et réduit, par ce biais, la croissance et la production végétale. En effet, la salinité tout comme la sécheresse réduisent la photosynthèse nette par la réduction des échanges gazeux, mais aussi de l’activité photochimique (Ortega et al., 2004 ; Denden et al., 2005). Des concentrations élevées d'ions sodium peuvent également conduire à une réduction de la photosynthèse qui serait la conséquence d’un stress secondaire oxydatif non spécifique, particulièrement en conditions de lumière élevée (Flexas et al., 2004). La teneur en sels élevée dans les tissus, influence directement les enzymes photosynthétiques et par voie de conséquence, les réactions d’échanges de lumière et de gaz (El hendawy, 2004) (Fig.1). La réduction du taux de photosynthèse chez les plantes est due à plusieurs facteurs : la déshydratation des membranes cellulaires qui réduisent leur perméabilité au CO2, la réduction de l'offre de CO2 en raison de la fermeture des stomates, ou les changements de l'activité enzymatique induite par des changements dans la structure cytoplasmique. Cette diminution augmente par conséquence la formation d'espèces réactives de l'oxygène (ROS) qui entraîne la dégradation de l’ADN et l’oxydation des acides aminés (Parida et Das, 2004.
Fig.1- Principaux effets d’une forte salinité sur les plantes (d’après Parida et Das, 2005).
7 Chapitre I Synthèse bibliographique
2.4 - Effets de la salinité sur les paramètres hydriques
Le stress salin induit des changements au niveau du statut hydrique de la plante. Il réduit le contenu relatif en eau des feuilles, diminue la transpiration (Rengasamy, 2006) et l’absorption hydrique par les racines (Snoussi et al., 2004). Ainsi, le potentiel hydrique et le potentiel osmotique des plantes deviennent plus négatifs avec une augmentation de la salinité, alors que la pression de turgescence augmente avec la salinité. Les plantes modifient aussi la composition de leur sève; elles peuvent accumuler les ions Na+ et Cl– pour ajuster le potentiel hydrique des tissus, nécessaire pour maintenir la croissance (Munns, 2005).
3- Mécanismes de résistance à la salinité chez les végétaux
La résistance d’une plante à la salinité s’exprime par sa capacité à survivre et à produire dans des conditions de stress salin. Pour faire face à cette contrainte saline, les plantes halophiles ont développé des stratégies adaptatives qui sont d’ordre morphologique, anatomique et physiologique (Berthomieu et al., 2003 ; Verslues et al., 2006). 3.1- Exclusion et inclusion : stratégies d’adaptation au Na+
La capacité des plantes à compartimenter le sodium au niveau cellulaire entraîne une différence de gestion du Na+ au niveau de la plante entière. Le site principal de la toxicité de Na+ pour la plupart des plantes est le limbe de la feuille, où le Na+ s'accumule (Munns, 2002). Deux comportements des plantes vis-à-vis du sel, appelés : « includer » et « exluder » sont distingués (Yamaguchi et Blumwald 2005; Apse et Blumwald, 2007 ; Munns et Tester, 2008). Les plantes « excluder » sont généralement sensibles à la salinité et sont incapables de contrôler le niveau de Na+ dans le cytoplasme (Munns, 2005). Cet ion est transporté à travers le xylème, véhiculé vers les feuilles par le flux de la transpiration ; une partie est ensuite « re-circulée » par le phloème pour être ramenée vers les racines (Apse et Blumwald, 2007). Ces espèces sensibles possèdent donc peu de Na+ dans les feuilles et un excès dans les racines. Par contre, les plantes « includer » résistantes au NaCl, accumulent le Na+ dans les feuilles où il est séquestré soit dans la vacuole, l’épiderme foliaire, les limbes âgés… Les vacuoles sont des compartiments fermés au sein de la cellule, le sel est ainsi isolé des constituants cellulaires vitaux, ou excrété par des glandes vers l’extérieur (Berthomieu et al., 2003). L’excrétion dans les glandes à sels est très spécifique; ce sont les + - - Na , Cl et HCO3 qui sont excrétés contre le gradient de concentration, alors que des ions, ++ - -- - tels que Ca , NO3 , SO4 et H2PO4 sont maintenus contre leur gradient (Hopkins, 2003).
3.2 - Mécanismes morphologiques
La salinité est connue pour affecter de nombreux aspects des plantes et d'induire de nombreux changements dans leur morphologie. La morphologie et la structure des halophytes sont adaptées dans le sens de l’économie d’eau ; les caractères liés à cette adaptation sont une cuticule épaisse, des stomates rares (Heller et al., 1998) et des cellules 8 Chapitre I Synthèse bibliographique
à grandes vacuoles permettant de stocker le NaCl (Garza Aguirre et al., 2015). Ces adaptations jouent un rôle crucial dans la conservation de l’eau pour la croissance des plantes vivant dans des milieux salins. Une augmentation de la succulence des feuilles ou des tiges est très répandue chez les halophiles, comme les feuilles de Suaeda qui deviennent épaisses ou cylindriques, permettant de mitiger les effets toxiques et osmotiques des ions par dilution (Dajic, 2006). Une diminution du rapport en biomasse « appareil racinaire/appareil aérien » peut se produire chez les halophytes (Orcutt et Nielsen, 2000). De nombreuses halophytes présentent un rapide turnover de leurs feuilles, les plus jeunes feuilles remplacent les plus anciennes, dans lesquelles est stocké l’excédent de sels (Breckle, 2002). C’est le cas de Limonium vulgare, dont les feuilles en rosette sont remplacées 2 à 3 fois pendant la croissance.
3.3- Mécanismes anatomiques
La salinité induit des modifications anatomiques dans les racines, les tiges et les feuilles chez les xéro-halophytes ; à savoir la réduction des stomates, le nombre de cellules de l'épiderme, ainsi que l’épaisseur de la feuille et la distance entre les faisceaux vasculaires (Boughalleb et al., 2009) . D’autres auteurs ont observé une augmentation de l'épaisseur de la feuille, du nombre de cellules épidermiques et de stomates (Vijayan et al., 2008). Des changements structurels peuvent également être observés, comme un changement du diamètre et du nombre de vaisseaux, la présence de tissus de soutien et l'abondance du parenchyme aquifère (Hacke et al., 2006). Lors d'un stress salin, les halophytes sont capables de compartimenter les ions Na+ et Cl- au niveau vacuolaire. D’autres mettent en place des structures particulières, telles que des poils excréteurs ou des glandes sécrétrices de sels, permettant d’isoler physiologiquement les sels des tissus photosynthétiques. Ces structures sont fréquemment rencontrées chez les Plombaginaceae, les Poaceae, les Tamaricaceae et les Amaranthaceae (Breckle, 2002).
3.4- Mécanismes physiologiques
La tolérance à la contrainte saline est associée à des caractéristiques physiologiques essentielles. En effet, elle est basée sur une utilisation efficace des ions Na+ et Cl - dans l’ajustement osmotique et le maintien de la turgescence, une bonne compartimentation vacuolaire de Na+ et Cl- au niveau des feuilles, une sélectivité d’absorption et de transport en faveur de K+ malgré l’excès de Na+ dans le milieu de culture.
Répartition et accumulation des ions dans la plante Les halophytes sont adaptées pour vivre dans des milieux salins en développant un système de transport entre les cellules parenchymateuses et les vaisseaux du xylème ; cette adaptation se caractérise par une forte capacité d’absorption et une accumulation préférentielle du chlore et du sodium dans les feuilles. Ainsi, plus de 90% de Na+ sont accumulés au niveau des organes aériens dont au moins 80% dans les feuilles (Flowers et al., 1977; Tester et Bacic, 2005).
9 Chapitre I Synthèse bibliographique
L’ajustement ionique est un autre moyen développé par les plantes, afin de réduire et d’équilibrer la concentration d’ions, et par conséquent d’ajuster la pression osmotique au niveau du cytoplasme (Sairam et Tyagi, 2004). Selon Munns et Tester (2008), cet ajustement peut être assuré par une augmentation des concentrations de potassium, outre celle des composés osmotiques compatibles. Par ailleurs, le potassium joue également un rôle dans le contrôle de la turgescence cellulaire (Sairam et Tyagi, 2004).
Compartimentation vacuolaire La compartimentation vacuolaire des ions toxiques est un déterminant majeur de la tolérance au sel. En effet, la compartimentation de Na+ et Cl- à l’intérieur des vacuoles est un moyen de prévenir de la toxicité dans le cytosol et contribue à l'ajustement osmotique nécessaire à la tolérance à la salinité (Zhu, 2001). Ce mécanisme est assuré par le système antiport sodium/proton (Na+/H+) dont l’activité dépend de l’établissement d’un gradient électrochimique à travers le tonoplaste (Yamaguchi et Blumwald 2005). Ainsi, grâce à ce processus, la cellule parvient à maintenir une faible concentration de sodium dans le cytoplasme, minimisant ainsi son effet toxique; d’autre part, l’augmentation concomitante de la concentration de sodium dans la vacuole va engendrer une forte pression osmotique, favorisant l’absorption d’eau et donc améliorer la turgescence des cellules (Glenn et Brown, 1999; Apse et Blumwald, 2007) ou initialement stocké dans les racines. Chez les halophytes, la compartimentation du NaCl dans les vacuoles représente le principal mécanisme de détoxication du sel, de sorte que leurs concentrations dans le cytoplasme sont maintenues dans les limites tolérables (Subudhi et Baisakh 2011).
3.5 - Adaptations métaboliques et accumulation des solutés organiques
L’un des mécanismes les plus courants est l’accumulation d’ions sodium dans la vacuole, ce qui induit la nécessité et le besoin d’élever la pression osmotique des autres compartiments cellulaires afin de maintenir leur volume (Amtmann et Leigh 2010 ; Gupta et Huang, 2014). Cette compartimentation des ions Na+ est un moyen économique pour empêcher la toxicité du sodium, car cet ion peut alors être utilisé comme un osmolyte dans la vacuole, aidant à restaurer l’homéostasie osmotique (Zhu, 2001; Apse et Blumwald, 2007). Les ions sont donc faiblement concentrés dans le cytoplasme, évitant l’inhibition des processus métaboliques. La maintenance de la balance osmotique nécessite alors la synthèse et l’accumulation dans le cytoplasme de substances organiques nommées osmolytes ou solutés compatibles (Vicente et al., 2004). L’ajustement osmotique par l’accumulation des solutés compatibles est un processus omniprésent chez tous les organismes vivants pour la protection et la survie des plantes sous stress salin. Les plantes accumulent fréquemment certains solutés en réponse à un stress hydrique ou salin. Quand le potentiel hydrique dans le sol diminue, la plante augmente sa réponse métabolique connue sous le nom « d’ajustement osmotique », en accumulant des solutés cytoplasmiques (Hajlaouia et al., 2010 ; Gupta et Huang, 2014). Ce phénomène est considéré comme un élément important des mécanismes de tolérance à la salinité des plantes (Neocleous et Vasilakakis, 2007), il est également nécessaire pour
10 Chapitre I Synthèse bibliographique maintenir l'absorption d'eau d'un sol salin (Ottow et al., 2005). En conséquence, le potentiel osmotique de la cellule est diminuée, ce qui attire l'eau dans la cellule en tendant à maintenir la pression de turgescence (Pérez-Pérez et al., 2009). Ainsi, l’augmentation de l’osmolarité cellulaire résultant de l’accumulation de solutés osmotiquement actifs non toxiques (donc compatibles) est accompagnée par l’influx d’eau dans les cellules, ceci permettant la turgescence nécessaire pour l’expansion cellulaire (Amtmann et Leigh, 2010). Ces composés assurent par leur concentration, l’ajustement osmotique entre le cytosol et la vacuole (Calu, 2006). Les osmolytes les plus fréquents sont des métabolites ionisables (glycine, bétaïne, proline etc…) (Turan et al., 2007; Gupta et Huang, 2014), des sucres (principalement fructose et glucose) (Ottow et al., 2005) et des polyols (sorbitol, mannitol). La synthèse et l’accumulation d’osmolytes organiques sont répandues chez les plantes, mais la présence de tel ou tel soluté compatible est souvent caractéristique des espèces (Tayamo et Bonjoch, 2001).
L’accumulation de la proline est l’une des stratégies adaptatives fréquemment observées chez un grand nombre d’espèces en réponse à des contraintes environnementales variées. Les teneurs en proline s’accroissent rapidement chez de nombreuses monocotylédones ou dicotylédones, y compris les halophytes soumises à un stress salin (Silva-Ortega et al., 2008). Cette augmentation de la concentration de proline cytoplasmique est consécutive à la stimulation de sa synthèse, résultant d’une élévation des quantités des messagers codant pour l’enzyme qui convertit le glutamate semi-aldéhyde en proline. Selon Ben Rejeb et al., (2012) la proline est synthétisée essentiellement à partir du glutamate (Fig.2) chez les plantes. Ce composé est d’abord phosphorylé puis réduit en pyroline-5-carboxylate (P5C) par la pyroline-5-carboxylate synthétase (P5CS). Le P5C est ensuite réduit en proline par la P5C réductase (P5CR). Le P5CS est codé par deux gènes, alors que P5CR est codé par un seul chez la plupart des espèces (Armengaud et al., 2004). Le catabolisme de cet acide aminé est localisé dans les mitochondries par l’action séquentielle de la proline déshydrogénase (ProDH) et la P5C déshydrogénase (P5CDH).
Fig. 2- Voie de biosynthèse de la proline dans les plantes supérieures (Ashraf et Foolad, 2007)
L’accumulation de la proline peut atteindre de fortes concentrations sans exercer l’effet toxique comme le cas des ions (Silva-Ortega et al., 2008). Néanmoins, certains facteurs comme l’intensité et la durée de la lumière, ainsi que la disponibilité de l’azote peuvent influencer son accumulation (Szabados et Savoure, 2010). En effet, l’expression de P5CS1 est stimulée par la lumière (Hayashi et al., 2000).
11 Chapitre I Synthèse bibliographique
La proline joue un rôle très bénéfique dans les plantes exposées à diverses conditions de stress. Outre agissant comme un excellent osmolyte, la proline peut fonctionner comme une molécule chaperonne, capable de protéger l’intégrité des protéines et d’améliorer l’activité de certaines enzymes. Un niveau élevé de la proline permet aux plantes de maintenir bas leur potentiel osmotique. En abaissant le potentiel osmotique, l'accumulation de la proline impliquée dans l’osmorégulation, permettant la prise additionnelle d'eau de l'environnement, protégeant ainsi de l'effet immédiat du manque d'eau dans les organismes. La proline fonctionne également comme une source d'énergie qui règle des potentiels redox, et agit en tant qu'une source de composés de stockage d'azote pour la croissance rapide après le stress (Ben Rejeb et al., 2012). Récemment, il a été signalé que l'accumulation de la proline protège les plantes contre des dommages induisant les radicaux libres en les piégeant (Ashraf et Foolad, 2007).
4- Rôles des cations alcalins Na+ et K+ dans la plante
Les éléments minéraux du sol sont absorbés au niveau des racines sous forme d’ions en même temps que l’eau. Ces éléments sont classés, selon leur importance pondérale, en deux groupes, les macroéléments et les micros ou oligoéléments.
4.1- Rôle du sodium Na+
Le sodium est l’élément couramment utilisé comme ion d’accompagnement pour introduire un anion dans un engrais ou une solution nutritive (Heller et al., 1998). Il est généralement essentiel en tant que micro-élément chez les plantes qui possèdent une voie photosynthétique (nommée voie en C4). Ce n’est pas un macroélément nutritif essentiel chez la plupart des plantes supérieures. A forte concentration dans le sol, ce cation devient même toxique pour la plante. Sa toxicité dans le cytosol résulterait de son caractère « chaotropique » (du fait de sa plus petite taille et donc du champ électrique plus fort à sa surface, par comparaison avec K+, ce qui implique probablement sa capacité à entrer en compétition avec K+ sur des protéines importantes. Par conséquence, une forte concentration de Na+ dans le cytoplasme inhiberait l’activité de nombreux enzymes et protéines, entraînant des dysfonctionnements de la cellule. Le sodium peut jouer le rôle d’osmoticum vacuolaire si la cellule végétale ne peut pas substituer Na+ à K+ (Jabnoune, 2008).
4.2 - Rôle du potassium K+ Le potassium est présent sous forme d’ions K+, très mobile, dissous dans les liquides intracellulaires, notamment dans la vacuole. Il s’accumule à des concentrations jusqu’à cent fois supérieures à celles du milieu extérieur. Son accumulation dans la vacuole attire l’eau par osmose (Soltner, 2001).
12 Chapitre I Synthèse bibliographique
En tant que cation inorganique le plus abondant dans le cytoplasme (100 à 200 mM), le potassium est impliqué dans des fonctions cellulaires essentielles. En plus de son rôle dans le contrôle de la polarisation électrique de la membrane plasmique et du potentiel osmotique intracellulaire, il est également impliqué dans le contrôle de la pression de turgescence vacuolaire (Maathuis et Amtmann 1999; Tester et Davenport 2003). Il joue enfin un rôle dans la régulation d’activités enzymatiques, la synthèse des protéines, la photosynthèse et l’homéostasie du pH cytoplasmique, le contrôle des échanges gazeux par les mouvements d’ouverture et de la fermeture des cellules de garde des stomates (Jabnoune, 2008). Le potassium est traditionnellement considéré comme important.
II – LA PLANTE
Le genre atriplex est le plus grand et le plus diversifié de la famille des Chénopodiacées et compte environ plus de 400 espèces, avec 40 à 50 espèces dans le bassin méditerranéen (Ortiz-Dorda et al., 2005). Les atriplex sont des plantes halophytes dotées d’une série de caractères écologiques et physiologiques, permettant la croissance et la reproduction dans un environnement salin. Elles sont dominantes dans plusieurs régions arides et semi-arides du monde, en particulier dans les habitats qui combinent la salinité relativement élevée du sol avec l’aridité (Nedjimi et Daoud, 2006 ; Walker et al., 2014).
Les Amarantacées sont largement répandues dans les habitats salins tempérés et sub-tropicaux, en particulier dans les régions littorales de la Mer Méditerranéenne, de la Mer Caspienne et de la Mer Rouge, dans les steppes arides de l’Asie centrale et orientale, aux marges du désert du Sahara, dans les prairies alcalines des Etats-Unis, dans le Karoo en Afrique méridionale, en Australie, et dans les Pampas argentines (Mulas et Mulas, 2004). Elles poussent également comme des herbacées sur les sols riches en sels des zones habitées, surtout en présence d’écoulements d’eau et de terrains accidentés. Par ailleurs, elles ont la propriété de produire une abondante biomasse foliaire et de la maintenir active durant les périodes défavorables de l’année (Mulas et Mulas, 2004). Elles sont caractérisées par des racines profondes et pénétrantes, destinées à absorber la plus grande quantité d’eau possible et des feuilles alternées, petites et farineuses ou recouvertes de poils, lobées, parfois épineuses, formées de manière à réduire les pertes en eau dues à la transpiration. Cette famille comprend environ cent genres qui peuvent être divisés, suivant la forme de l’embryon, en deux tribus : - Spirolobae, qui présente un embryon enroulé en spirale et l’endosperme est divisé en deux parties par l’embryon, - Cyclobae, qui présente un embryon en forme de fer à cheval ou en demi-cercle, comprenant l’endosperme en entier ou en partie. Le genre atriplex appartient à cette dernière tribu (Rosas, 1989 :in Mulas et Mulas, 2004).
13 Chapitre I Synthèse bibliographique
Les fleurs sont solitaires ou en glomérules, disposées au niveau de l’aisselle foliaire, mais aussi en épis terminaux. Elles sont enveloppées par deux bractéoles. Pratiquement toutes les espèces appartenant au genre Atriplex sont dioïques, il existe cependant des arbustes monoïques. Les feuilles sont alternes, pétiolées ou sessiles. Les espèces adaptées aux milieux désertiques présentent des feuilles plus épaisses, pratiquement ‘cartilagineuses’, recouvertes d’un duvet épais et de cristaux de sels qui peuvent former un pseudo-tissu qui entoure le limbe foliaire des deux côtés. Les feuilles sont de formes multiples : triangulaires, ovoïdales ou elliptiques (Rosas, 1989 in Mulas et Mulas, 2004). Les espèces du genre Atriplex sont en partie spontanées (Le Houérou, 2000). Parmi elles, citons Atriplex halimus L., Atriplex mollis Desf. et Atriplex leucoclada Boiss. en Egypte. Les espèces introduites sont Atriplex nummularia Lindl., Atriplex canescens (Pursh) Nutt. et Atriplex semibaccata R. Br. (Dobignard et Chatelain, 2011).
1- Atriplex halimus L. et Atriplex canescens (Pursh) Nutt.: taxonomie et caractères botaniques
Atriplex halimus L., (photo 1) originaire d’Afrique du nord est l’espèce la plus répandue. Sa zone de diffusion s’étend des zones semi-arides aux zones humides, facilement identifiable grâce à son habitus droit caractéristique et aux branches fructifères très courtes (20 cm) et recouvertes de feuilles (Walker et al., 2014 ; Walker et Lutts., 2014).
DJERROUDI.O DJERROUDI.O
Photo 1 - Atriplex halimus L. (à droite) et Atriplex canescens (Pursh) Nutt. (à gauche, âgée de 4 ans) mis en place en 2006 à la station de Hassi Ben Abdellah (Ouargla).
L’Atriplex halimus L. fait partie des 10% d’Angiospermes qui développent des fleurs unisexuées. Les fleurs sont monoïques avec des fleurs mâles dépourvues de bractéoles, à calice de 3 à 5 lobes et à 3 à 5 étamines. Les fleurs femelles sont protégées par deux préfeuilles opposées. Chez cette espèce, un seul individu peut porter à la fois des fleurs unisexuées mâles, unisexuées femelles et bisexuées (Talamali et al., 2001).
14 Chapitre I Synthèse bibliographique
Atriplex canescens (Pursh) Nutt., (photo 1) originaire du nord-ouest d’Amérique. Elle se trouve au Colorado, Utah, Wyoning, Nevada, New Mexico, Ouest du Texas et le Nord du Mexique. C’est un arbuste buissonneux de 1 à 3 m de hauteur, formant des touffes de 1 à 3 m de diamètre. Le port est plus ou moins intriqué, les rameaux blanchâtres, les feuilles courtement pétiolées, entières, alternées, linéaires à oblongues, de couleur vert grisâtre et grises argentées à reflets dorés, pouvant atteindre 3 à 5 cm de longueur et 0,3 à 0,5 cm de largeur, accompagnées de feuilles axillaires plus petites (0,5 à 1,5 sur 0,1 à 0,3 cm). Les tiges sont très ramifiées, solides et blanchâtres. Le système racinaire est ramifié et communément très profond (Franclet et Le Houérou, 1971). L’inflorescence est dioïque, en épis simples ou paniculés au sommet des rameaux pour les mâles, axillaires ou en épis subterminaux pour les femelles (Franclet et Le Houérou, 197).
2- Importance économique et écologique
Les Chénopodiacées constituent un élément important des pâturages arbustifs arides et semi-arides dans bien des pays. Les Atriplex constituent une réserve fourragère importante, utilisable par les ovins, les caprins et les camélidés (Abbad et al., 2004). Sous des précipitations annuelles de 200 à 400 mm, Atriplex halimus compte, avec Atriplex nummularia et Atriplex canescens (Pursh) Nutt., parmi les espèces les plus intéressantes, produisant de 2000 à 4000 kg de matière sèche par an et par ha de fourrage riche en protéines (10 à 20 % de la MS) (Le Houérou, 1992). Cependant, la teneur importante en NaCl du fourrage augmente la consommation en eau des animaux et diminue son appétence, pouvant à terme limiter l'exploitation d'Atriplex halimus L. en tant que plante fourragère dans les régions où l'accès à l'eau est difficile (Mulas et Mulas, 2004). Selon Essafi, 2007, l’Atriplex halimus L. pourrait être recommandé pour le repeuplement et la régénération des zones arides dégradées, et, par voie de conséquence, assurer durant les périodes de sécheresse l’alimentation du cheptel animal dans ces régions défavorisées. De même, d’après Boumakhleb, (2014), les plantations de l'Atriplex canescens (Pursh) Nutt ont réhabilité le parcours dégradé de la station d’Agraba (Chott Zahrez, wilaya de Djelfa) et ont permis l’apparition d’un couvert végétal diversifié.
15 Chapitre I Synthèse bibliographique
III- FACTEUR HORMONAL : Acide salicylique et les réponses des plantes
1- Généralités
Il y a des siècles, les Indiens, les Américains et les Grecs utilisaient l’écorce et les feuilles des arbres de saule pour guérir les douleurs et la fièvre ; or, il a été démontré que le composé prescrit par Hippocrate pour soulager la fièvre ainsi que les douleurs de l'accouchement chez les femmes ont été reconnues plus tard comme acide salicylique (AS). Jusqu'au 19ème siècle, le principe actif de la saule n’était pas encore connu. Sa découverte date de 1828 quand Johann Buchner, un scientifique allemand a isolé avec succès une petite quantité de salicyline, le glucoside d´alcool salicylique, à partir de l´écorce de saule et d'autres plantes. Son nom est originaire du mot latin Salix qui a été donné à l'ingrédient actif de l’écorce de saule (Salix sp.) par Raffae le Piria, en 1838. L'acide salicylique ou l'ortho-hydrox benzoïque (Raskin et al., 1990) a été caractérisé dans 36 plantes appartenant à divers groupes. Il est considéré comme étant une hormone végétale puissante (Raskin., 1992) en raison de ses fonctions de régulation dans divers métabolismes de la plante. C’est un régulateur de croissance végétale endogène de nature phénolique à sept carbones qui possède un cycle aromatique avec un groupe hydroxyle ou son dérivé fonctionnel. Selon (Raskin et al., 1990), l’AS se produit naturellement dans les plantes en très faibles quantités (µg/g de poids frais ou moins ).
2- Biosynthèse de l'acide salicylique
La synthèse de l’AS chez les plantes a été étudiée pendant presque un demi-siècle. Des études biochimiques suggèrent que AS est synthétisé à partir de la phénylalanine avec du benzoate comme précurseur immédiat (Ribnicky et al., 1998). D'autre part, les analyses génétiques récentes, montrent que la majeure partie (> 90%) de l’AS est synthétisé à partir de l’isochorismate (Serino et al., 1995). Bien que le rôle des synthases isochorismate dans la production de l’AS ait été établi, les enzymes végétales qui convertissent isochorismate en AS n’ont pas été identifiées. Par conséquent, la synthétise de l’AS dans les plantes n’est pas encore entièrement définie. L’acide salicylique est donc synthétisé à partir d'un métabolite primaire, chorismate, par deux voies distinctes : la voie de phénylalanine ammoniac-lyase et la voie isochorismate (Dempsey et al., 2011 ; Rivas-San Vincente et Plasencia, 2011). Ces voies commencent par l’acide chorismique, qui est le produit final de la voie du shikimate, synthétisé dans le plastide (Fig.3). La voie la plus courante chez les plantes est celle de la phénylalanine qui se déroule dans le cytoplasme; toutefois, sa biosynthèse peut également être accomplie par voie isochorismate. L’AS est produit après une série de réactions chimiques catalysées par de nombreuses enzymes. L'hydroxylation de l'acide benzoïque est catalysée par l'enzyme acide 2-hydroxylase synthétisant l’AS. L'acide benzoïque est synthétisé par l'acide cinnamique ou par l'intermédiaire des acides gras (Mustafa et al., 2009). L'acide cinnamique est produit à partir de phénylalanine par l'enzyme phénylalanine ammoniac
16 Chapitre I Synthèse bibliographique lyase (PAL). PAL est un régulateur clé de la voie de phénylpropanoïdes, il est induit sous des conditions de stress biotiques et abiotiques.
Fig. 3 - Voies simplifiées de biosynthèse AS benzoïque Acide 2- hydroxylase BA2H, ICS isochorismate synthase, IPL isochorismate pyruvate lyase, PAL phénylalanine ammoniac lyase, SA salicylique Acide (d’après Hara et al., 2012).
L’étape finale de la biosynthèse est l’hydroxylation du benzoate par l’enzyme benzoate 2-hydroxylase (BA2H) qui conduit à la conversion de l’acide benzoïque en acide salicylique. La voie isochorismate a lieu dans les chloroplastes des plantes. Cette voie est essentiel pour la tolérance des plantes à la salinité (Lee et al., 2010 ; Jayakannan et al., 2015). Sa synthèse implique les enzymes isochorismate synthase (ICS) et isochorismate pyruvate lyase (IPL) qui catalysent les deux étapes de synthèse à partir de l’acide chorismique (Khan et al., 2015 ; Jayakannan et al., 2015). La première enzyme catalyse la conversion de chorismate à isochorismate et la deuxième, la conversion de ce dernier en acide salicylique (Fig. 3).
3- Mode d’action et rôle de l’acide salicylique
L’AS est une molécule de signalisation importante dans l'induction du mécanisme de défense de la plante (Shah, 2007). Outre son rôle dans la défense des plantes, l’AS est impliqué dans la réponse aux stress abiotiques et réduit les symptômes du stress environnemental (Horváth et al., 2007 ; Asgher et al., 2015). Toutefois, les effets de l’AS sur la résistance des plantes aux stress abiotiques sont contradictoires et son véritable rôle chez les plantes en conditions de stress n’est pas clair.
17 Chapitre I Synthèse bibliographique
L’AS pourrait agir en régulant la teneur en eau oxygénée cellulaire et pariétale, en effet, il se lie à la catalase et inhibe cette enzyme qui dégrade normalement H2O2 des cellules. Par cette action, l’AS permettrait d’augmenter la teneur cellulaire en H2O2 (Harfouche et al., 2008) .
En général, des niveaux faibles ou élevés d’AS augmentent la sensibilité des plantes aux stress abiotiques. Pour la plupart des plantes, les concentrations optimales variant de 0,1 à 0,5 mM améliorent la tolérance au stress abiotique. Par contre, une forte concentration AS peut diminuer la tolérance du stress par la perturbation de l'état redox, car cette hormone est également impliquée dans la régulation redox (Hara et al., 2012). Cet acide joue également un rôle important dans la régulation de la croissance des plantes, le développement, la maturation, la floraison, et les réponses aux stress abiotiques (Rivas-San Vicente et Plasencia, 2011; Hara et al., 2012). Son rôle est évident dans la germination des graines, la floraison, le rendement en fruits, l'absorption et le transport d'ions, la conductance stomatique, la transpiration, etc… (Hayat et al., 2007).
4- Acide salicylique et le stress salin
Beaucoup de travaux ont suggéré maintenant que l’AS est également impliqué dans les réponses à plusieurs contraintes abiotiques, y compris le stress salin et renforce les mécanismes de tolérance à la salinité (Hara et al., 2012; Iqbal et al., 2014). L’application de AS seule inhibe la germination des graines chez Arabidopsis (Nishimura et al., 2005; Lee et al., 2010), le maïs (Guan et Scandalios 1995) et l'orge (Xie et al., 2007). Alonso-Ramirez et al., (2009) rapportent que la synthèse et l'accumulation de l’AS est vitale pour la germination des graines d’Arabidopsis sid2, mutant surtout sous le stress salin. L’application exogène de l’AS a un effet sur une large gamme de processus physiologique en conditions défavorables externes et plusieurs études ont rapporté que ce dernier participe à la régulation de plusieurs voies métaboliques et physiologiques. l’AS peut potentiellement atténuer les effets toxiques générés par la salinité et jouer un rôle positif dans l'amélioration des dommages dû au stress salin chez de nombreuses espèces végétales (Nazar et al., 2011), comme l’amélioration du taux de photosynthèse et le maintien de la stabilité des membranes (El-Tayeb, 2005). Néanmoins, l'efficacité de l’AS dans l'induction de la tolérance au stress salin dépend de la phase de développement des plantes (Borsani et al., 2001) et de la concentration de l’AS appliquée (Noreen et Ashraf, 2008), de l’intensité de la contrainte et sa durée (Horváth et al., 2007). En outre, il peut influencer divers processus, y compris la synthèse d’osmolytes (proline, glycine bétaine et sucre).
18 Chapitre II Matériel et méthodes
CHAPITRE II - MATERIEL ET METHODES
I - Matériel végétal
Le matériel végétal utilisé dans le cadre de ce travail, comprend deux espèces du genre atriplex, à savoir Atriplex halimus L. et Atriplex canescens (Pursh) Nutt. Les raisons de ce choix sont d’une part, l’importance agro-économique de cette plante, et d’autre part sa tolérance à la salinité et à l’aridité. Les graines d’Atriplex halimus L. proviennent de la station de Hassi Ben Abdellah, périmètre agricole situé dans la région d’Ouargla et celles d’Atriplex canescens (Pursh) Nutt., nous ont été fournies par la station naturelle d’El-Mesrane (Wilaya de Djelfa). Les lots des graines ont été placés à 4°C et à l’obscurité afin d'assurer une bonne conservation. Avant leur utilisation, les graines ont été décortiquées puis débarrassées manuellement de leurs valves fructifères, ensuite sélectionnées selon leur morphologie, leur taille et leur couleur (brune). Elles sont ensuite désinfectées dans un bain de solution d’hypochlorite de sodium à 5% pendant quelques minutes, puis rincées à l'eau distillée plusieurs fois pour éliminer toute trace de chlore. Une partie de ces graines servira à l’étude des tests de germination et l’autre partie pour les essais menés en pots sous serre, sous contrainte saline associée ou non à l’acide salicylique.
II- Méthodes 1- Essai de germination
Il vise à caractériser le comportement physiologique des graines d’Atriplex halimus L. et Atriplex canescens (Pursh) Nutt. à travers l’effet de la salinité en utilisant des concentrations élevées de NaCl. En effet, plusieurs auteurs (Rubio-Casal et al., 2003 ; Belkhodja et Bidai, 2004 ; Bouda et Haddioui, 2011) ont rapporté que le pourcentage de germination diminue sous les fortes concentrations de chlorure de sodium. Par ailleurs, cet essai a pour objectif de déterminer la réponse germinative de ces graines en présence de différentes concentrations d’acide salicylique, sachant que très peu d'informations sont disponibles sur l'action de cette substance sur la germination des graines d’halophytes.
a- En présence d’acide salicylique
Des tests préliminaires relatifs au temps de trempage et aux concentrations d’AS à utiliser dans le cadre de ce travail ont été effectués. En effet, étant donné que très peu d’informations sont disponibles concernant la réponse germinative des halophytes, nos tests se sont basés sur les informations bibliographiques concernant les glycophytes. Ainsi, nous avons retenu les concentrations d’AS 0,25 ; 0,5 ; 0,75 et 1 mM l-1 pour une durée de trempage de 24 heures (Gunes et al., 2007, Ozdener et Kutbay 2008 ; Palma et al., 2009 ; Baninasab et Baghbanha, 2013).
19 Chapitre II Matériel et méthodes
Nous avons donc préparé dans un premier temps les quatre solutions d’acide salicylique à 0,25; 0,5 ; 0,75 et 1 mM l-1. Les graines, au nombre de 300, sont divisées en 5 lots de 60, puis placées dans des béchers stérilisés, et mises à tremper pendant 24 heures à l’obscurité dans les solutions d’AS. Elles sont ensuite lavées à l’eau distillée puis mises à sécher à l’air libre durant environ 4 heures. Une fois bien séchées, elles sont placées dans des boites de Pétri contenant du papier filtre imbibé d’eau distillée.
b- Application du stress salin
Les graines d’Atriplex halimus L. et d’Atriplex canescens (Pursh) Nutt. sont soumises à deux concentrations de NaCl (300 et 600 meq.l-1) seul ou prétraitées à l’AS aux concentrations minimale (0,5 mM l-1) et maximale (1 mM l-1) comme suit :
-1 -1 NaCl 300 meq.l NaCl 600 meq.l
0 mM AS 0 mM AS
0,5 mM AS 0,5 mM AS
1 mM AS 1 mM AS
Toutes les graines (prétraitées ou non) sont imbibées de 5 ml de solution saline, sauf le témoin (0 mM AS)
2- Conditions de germination et mesures effectuées
a- Conditions de germination
Pour l’ensemble des essais de germination, des graines saines et uniformes sont disposées dans des boîtes de Pétri stérilisées doublement tapissées de papier wattman imbibées de 5 ml d’eau distillée ou de la solution saline et bien fermées. Chaque lot comporte 60 graines, soit trois répétitions de vingt graines par boites de Pétri, ce qui donne au total 720 pour chaque espèce. Ces dernières sont ensuite placées dans un incubateur (phytotron) réglé à 25°C±2. Une évaluation journalière de la germination est effectuée sur une période de 23 jours, afin de relever le nombre de graines germés. La germination est repérée par l’émission de la radicule hors des téguments de la graine dont la longueur est d’au moins de 2 mm (Côme, 1970).
b- Mesures effectuées
Deux paramètres sont retenus pour évaluer l’action de l’AS et du NaCl, à savoir le taux de germination final et la valeur germinative (Czabator, 1962).
20 Chapitre II Matériel et méthodes
Taux de germination final (TGF)
Le pourcentage de germination aussi appelé potentiel de germination ou capacité germinative, montre dans quelle proportion le lot de graines a complété sa germination. Il est exprimé par le rapport nombre de graines germées sur nombre total de graines.
TGF = (n/N) x100 n= Nombre de graines germées N= Nombre total de graines mises en germination
Valeur germinative La valeur germinative intègre, dans un même paramètre, l’expression de la germination totale à la fin de la période d'essai avec une expression de l'énergie germinative ou de la vitesse de germination et la capacité germinative des graines. La germination totale est exprimée en calculant la germination journalière moyenne (finale) (GJM), obtenue en divisant le pourcentage cumulé de germination des graines pleines à la fin de l'essai par le nombre de jours entre le semis et la fin de l'essai. La vitesse de germination indique si les graines germent rapidement et de manière synchronisée est exprimée par la valeur de crête (VC), qui correspond à la germination journalière moyenne maximale (pourcentage cumulé de germination des graines pleines divisé par le nombre de jours écoulés depuis le semis) atteinte au cours de l'essai. La valeur germinative (VG) peut alors se calculer à l'aide de la formule de Czabator (1962):
VG = GJM finale × VC
Cette valeur calculée, traduit la vitesse de germination du lot : plus celle-ci est élevée, plus le lot germe rapidement (Colas et al., 2006) et exprime également la vigueur d'un lot et procure une indication de sa qualité (Czabator, 1962).
3- Essais en serre a- Conditions de culture Les graines utilisées pour la culture sont mises à germer dans des alvéoles remplies de terreau, à température ambiante et sont arrosées légèrement avec de l'eau distillée (photos 2).
A B A Photo 2 - Plantules d’Atriplex halimus L. (A) et d’Atriplex canescens (Pursh) Nutt. (B) dans les alvéoles au stade 5 - 6 feuilles.
21 Chapitre II Matériel et méthodes
Après le séchage du sable et dès l’apparition des premières feuilles, les plantules sont repiquées individuellement dans des pots en plastique (Photos 3) et sont arrosées chaque deux jour avec une solution nutritive de Hoagland et Arnon (1938), diluée au 1/1000ème. Elle est apportée d’abord à 30% de la capacité de rétention du substrat (138,37 ml par pot) durant deux mois, ensuite à 60% (276,74 ml par pot) durant le troisième mois (annexe 1).
DJERROUDI.O
Photo 3- Plantules d’Atriplex halimus L. et Atriplex canescens (Pursh) Nutt., trois 3 semaines après le repiquage
b-Substrat de culture
Pour réaliser nos essais, nous avons utilisé le sable des dunes. Ce sable a subi une série d’opérations afin de l’utiliser comme substrat de culture. Il a été préalablement tamisé pour éliminer toutes les impuretés (débris végétaux et animaux), puis lavé à l'esprit de sel pendant 15 minutes afin d’éliminer les carbonates, les chlorures, etc….Le sable obtenu a subi une série de lavages successifs à l'eau distillée pour éliminer toute trace d’acidité; il a été par la suite séché à l’air libre. Nous avons utilisé des pots en plastique d’une capacité de 3 kg, de 16 cm de diamètre et de 13,8 cm de hauteur, qui ont été tapissés d’une couche de gravier, puis remplis avec le mélange sable et terreau industriel (2V/V). Cette proportion en poids permet de déterminer la capacité de rétention (CR) de ce substrat et par conséquent estimer les quantités d’arrosage durant la période de culture des plantes (annexe 1).
c- Solutions d’arrosage
La solution nutritive de base, utilisée pour l’arrosage est celle de Hoagland et Arnon (1938) diluée au 1/1000ème. Il s’agit d’un ensemble de solutions mères de macroéléments et de micro- éléments dont la composition est rapportée dans le tableau 1 annexe 2. Deux types de solutions sont préparés, l’une à base de NaCl à 300 meq. l-1 et 600 meq. l-1 correspondant respectivement à 17,55 et 35,10 g NaCl.l-1 et l’autre solution est combinée aux deux concentrations d’acide salicylique (AS): soit 0,5 mM l-1 ou 1 mM l-1.
22 Chapitre II Matériel et méthodes
Ces solutions salines ont été retenues suite à des études antérieures effectuées au laboratoire de physiologie végétale de l’université d’Oran.
d- Dispositif expérimental
Les expérimentations sont réalisées au niveau de l’exploitation de l’Université de Ouargla et conduites dans une serre semi contrôlée. Le dispositif expérimental adopté est un dispositif aléatoire constitué de 7 lots. Le lot 1 correspond au témoin et les autres représentent les traitements appliqués (tableau 1). Chaque lot est constitué de 5 pots de plantes (répétitions) pour chaque espèce.
Tableau 1- Traitements utilisés Lots 1 2 3 4 5 6 7 Traitements NaCl meq. l-1 de 0 300 600 300 600 300 600 solution nutritive AS mM l-1 0 0 0 0,5 0,5 1 1
e- Application du stress
Le stress salin est appliqué trois mois après le repiquage. Les plantes témoins reçoivent exclusivement de la solution nutritive à 60% de la CR, tous les deux jours durant la semaine du stress. Par contre, les plantes stressées sont arrosées une seule fois aux différentes solutions salines de solution nutritive à 60% de la CR, seules ou en présence de l’acide salicylique.
f- Préparation et analyse du matériel végétal
Après une semaine de stress, nous avons procédé aux prélèvements des échantillons en fonction du type d’analyse à effectuer.
. Paramètres hydriques
L'eau est une source indispensable pour les végétaux. Sa présence est une condition incontournable pour que toute la plante puisse se développer et assurer ses fonctions physiologiques vitales (Calu, 2006). La réponse des jeunes plantes d’atriplex vis à vis de la salinité est évaluée à l’aide de leur teneur en eau (T.E), la teneur relative en eau (T.R.E.), le déficit hydrique de saturation (D. H. S) et de l’indice de sensibilité relative au sel ou (I.S.R.S.). La variation des paramètres (T.R.E. et D.S.H.) donne une idée du changement relatif du volume cellulaire.
Teneur en eau (T.E.)
La teneur en eau est calculée par différence entre le poids de matière fraîche (PF) de l’échantillon et son poids de matière sèche (PS), après passage à l’étuve pendant 48
23 Chapitre II Matériel et méthodes heures à 80°C. Les échantillons sont pesés, à des intervalles de temps réguliers, jusqu’à obtention d’un poids constant.
TE (%)= [(PF – PS)/PF] x 100
Teneur relative en eau (T.R.E.)
L’eau captée par les racines va occuper l’ensemble des cellules et des espaces intercellulaires du végétal. La mesure de la teneur en eau relative, permet de connaître le niveau de saturation en eau ou de turgescence de la plante. Elle est déterminée selon la méthode décrite par Barrs et Weatherley (1962), puis par Scippa et al., (2004). Le limbe foliaire est coupé à sa base puis immédiatement pesé pour déterminer son poids frais (P.F). L'extrémité est ensuite placée dans un tube à essai contenant de l'eau distillée puis maintenu à l'obscurité à 4°C pendant 12 heures. Les feuilles sont récupérées et essuyées délicatement avec un papier buvard et sont à nouveau pesées, c'est le poids en pleine turgescence (Ppt). Les échantillons sont ensuite mis dans une étuve pendant 48 heures à 80°C pour obtenir le poids sec (PS). La teneur relative en eau (T.R.E) est calculée selon la relation de Clark et Mac-Caig (1982) :
TRE (%) = [(PF-PS) / (Ppt-PS)] x 100.
Déficit hydrique de saturation (D.H S.)
Le déficit hydrique de saturation nous renseigne sur le niveau du stress hydrique auquel sont soumises les plantes. Il est évalué par la différence entre la teneur en eau maximale obtenue à la pleine turgescence et la teneur en eau réelle, le tout exprimé en pourcentage de la teneur en eau maximale (Heller et al., 1998). Les tissus végétaux sont souvent dans des conditions de déficit hydrique et le D.H.S. peut refléter cette situation (Coudret, 1981). De nombreux auteurs pensent que la croissance végétative est étroitement tributaire du bilan hydrique interne de la plante et qu'elle en constitue le meilleur reflet Kramer et Brix, (1962). Pour le mesurer, nous déterminons dans un premier temps le poids des feuilles à l’état frais (PF); celles-ci sont ensuite placées dans des boites de pétri dont la face interne des couvercles est tapissée d’un papier filtre imbibé puis saturées en eau afin d’obtenir le poids frais à la turgescence. Les boites sont conservées à l’obscurité pendant au moins quatre heures. Les feuilles sont alors retirées, bien essuyées avec du papier filtre pour éliminer l’eau superficielle, puis immédiatement pesées pour déterminer le poids à la saturation (Psat). Les feuilles sont ensuite séchées dans une étuve à 85°C pendant 24h pour déterminer le poids sec (PS). Le déficit hydrique de saturation (D. H.S.) est obtenu par la formule ci-dessous (Nana et al., 2010 et Farissi et al., 2013):
DHS (%) = (Psat - PF /Psat - PS) x 100
24 Chapitre II Matériel et méthodes
Indice de sensibilité relative au sel (I.S.R.S.)
La réponse des plantes d’atriplex à la salinité est évaluée à travers la biomasse et l’I.S.R.S. qui traduit le rapport de la sensibilité à un traitement (exprimée par le déficit relatif de biomasse dû au sel ou D.R.B.) à la sensibilité moyenne de l’ensemble de l’espèce ou indice d’intensité de la salinité (I.I.S.), il s’écrit :
I.S.R.S. = D.R.B / I.I.S. (Fisher et al., 1978) où D.R.B.= BTt-BTs / BTt BT est la biomasse totale moyenne de l’espèce donnée en absence de sel (t) ou sous contrainte saline (s). et I.I.S. = Mt-Ms/Mt M est la biomasse totale moyenne des deux espèces en absence de sel (t) ou sous contrainte saline (s).
. Paramètres biochimiques
Extraction et dosage de la proline des feuilles et des racines
L’accumulation de la proline est l’une des stratégies adaptatives fréquemment observées chez un grand nombre d’espèces en réponse à des contraintes environnementales variées. Son extraction a été réalisée selon la méthode de l’Association of Official Analytical Chemists (1955) modifiée par Nguyen et Paquin (1971). C’est une méthode simple et rapide, qui permet d’obtenir un rendement en proline significatif. Son principe du dosage est la quantification de la réaction proline-ninhydrine par mesure spectrophotométrique. Après séparation des deux parties aérienne et souterraine, le poids frais du matériel végétal utilisé (racines et feuilles de la partie supérieure) est déterminé à l’aide d’une balance analytique. Chaque échantillon pesé est enveloppé dans du papier aluminium puis déposé dans une étuve réglée à 80°C durant 48 heures. Ces derniers sont ensuite repesés à l’état sec sur la même balance puis déposés dans un flacon fermé à l’aide d’un bouchon plasma et conservés dans un congélateur en attendant les différentes analyses à effectuer. 100 mg du matériel végétal, sont broyés séparément dans 1,25 ml d’éthanol à 95%, puis rincés trois fois et lavés avec 1,25 ml d’éthanol à 70%. Après 24 heures de repos à 0°C, deux phases se séparent. A partir des surnageants obtenus sont prélevé 2,5 ml, auxquels sont ajoutés 1 ml de chloroforme et 1,5 ml d’eau distillée. Après une agitation, les solutions sont maintenues au repos pendant 1 jour au froid pour permettre une bonne séparation des deux phases qui se sont formés. Le protocole de Bergman et Loxley (1970) a été utilisé pour doser la proline. 1ml de la phase supérieure du milieu d’extraction, déjà décantée a été prélevé en évitant de toucher à la phase inférieure, à laquelle est ajouté 2 ml de solution de NaCl 5M et 5 ml d’eau distillée.
25 Chapitre II Matériel et méthodes
Après agitation, mettre 2 ml de solution sont dans des tubes à essai avec (2 ml de la solution tampon phosphate à pH 2,5 ; 4 ml de la solution ninhydrine et 3 ml d’acide acétique glacial CH3COOH). Bouillir les tubes dans un bain marie à 100°C pendant 60 minutes jusqu’à l’apparition d’une coloration rose. Laisser refroidir 30 minutes à la température ambiante et lire l’absorbance à la densité optique 505 nm au moyen d’un spectrophotomètre UV- visible. Les résultats sont exprimés en µmoles de proline. g-1 PS en référence à une courbe étalon (Annexe 3).
Dosage du sodium et du potassium des feuilles et des racines
Les feuilles et les racines sont enveloppées séparément dans du papier aluminium, puis numérotés et pesés avant de les étuver pendant 48 heures à 80°C. Le matériel végétal sec est ensuite broyé rigoureusement dans un mortier jusqu'à l’obtention d’une fine poudre qui est conservée hermétiquement dans des piluliers pour les analyses ultérieures du Na+ et K+. La méthode utilisée est décrite par le C.I.R.A.D., (2004). Elle permet de mettre en solution des éléments minéraux contenus dans un matériel végétal.
Le principe consiste à prendre 0,5 g de matériel végétal préalablement séché puis introduit dans une capsule en porcelaine. Celle-ci est placée dans un four à moufle dont la température est augmentée progressivement jusqu’à 500°C, maintenue pendant 2 heures. Après refroidissement, les cendres sont humectées avec quelques gouttes d’eau puis 2ml de HCl (V/2V). Laissé évaporer à sec sur plaque chauffante, avant de filtrer dans des fioles jaugées de 50 ml. Après avoir ajusté au trait de jauge puis homogénéisé par agitation manuelle, les solutions sont transvasées dans des godets numérotés préalablement rincés avec la solution. Les solutions obtenues sont dosée par spectrophotomètre à flamme (Flame photometer Corning 400). Les teneurs en Na+ et K+ des différents échantillons sont déterminées en se référant à une gamme étalon variant de 0 à 30 μg d’élément par ml. Les échantillons dont la concentration dépasse 25μg/ml sont dilués.
4- Analyse statistique
Afin de déterminer la signification statistique des traitements appliqués sur les différents paramètres étudiés, nous avons procédé à une analyse de la variance (ANOVA) à un facteur (P = 0,05) en utilisant le test post-hoc (ou test de comparaisons multiples) pour comparer les valeurs moyennes avec le logiciel IBM SPSS statistiques version 22 pour Windows. En cas de différence significative entre les traitements, le test de différence la moins significative (LSD) de Fisher est établie sur l’ensemble des échantillons (feuilles et racines) analysés.
26 Chapitre III - réponses des deux espèces d’atriplex à la salinité au stade germination et au cours de leur développement
CHAPITRE III - REPONSES DES DEUX ESPECES D’ATRIPLEX A LA SALINITE AU STADE GERMINATION ET AU COURS DE LEUR DEVELOPPEMENT
Cet essai a pour but d’étudier la réponse des graines d’Atriplex halimus L. et d’Atriplex canescens (Pursh) Nutt. prétraitées à l’acide salicylique en absence et en présence du chlorure de sodium et tester l’hypothèse que l’AS peut complétement ou partiellement atténuer les effets néfastes de la salinité durant la germination des graines d’halophytes. Nous avons effectué dans un premier temps, un essai avec plusieurs concentrations d’AS, à savoir 0,25; 0,5; 0,75 et 1 mM l-1, et à partir des résultats trouvés, un autre essai a été effectué en associant ou non le chlorure de sodium.
I – AU STADE GERMINATION
1-Réponses des graines à l’acide salicylique seul
1.1 - Taux de germination final (T.G.F)
La figure 4 représente la variation du taux de germination final des graines des deux espèces étudiées d’Atriplex en fonction des concentrations croissantes d’acide salicylique. Les résultats montrent qu’en absence de sels, les graines d’Atriplex canescens (Pursh) Nutt. se distinguent de celles d’Atriplex halimus L. par un TGF plus élevé. La germination maximale enregistrée est respectivement de 95,00% chez les graines d’Atriplex canescens (Pursh) Nutt. prétraitées avec 1mM d’AS et de 76,67% chez Atriplex halimus L. trempées dans 0,5 mM d’acide salicylique.
Atriplex halimus Atriplex canescens
100,00 90,00 80,00 70,00 60,00 50,00 40,00 30,00
20,00 Taux germinationTaux final (%) 10,00 0,00 Témoin 0,25 0,50 0,75 1,00
Acide salicylique (mM) Fig.4- Taux de germination final des graines d’Atriplex halimus L. et Atriplex canescens (Pursh) Nutt. selon la concentration en AS durant 23 jours.
Le prétraitement à l’AS aux concentrations 0,25 et 0,75 mM a également amélioré le taux de germination des graines d’Atriplex canescens (Pursh) Nutt par rapport au
27 Chapitre III - réponses des deux espèces d’atriplex à la salinité au stade germination et au cours de leur développement témoin. Les taux sont respectivement de 86,67 et 83,33 % contre 80,00%. Par contre, sous l’effet de la concentration moyenne d’AS (0,5 mM), la germination a chuté à 68,33 %. L’examen des résultats relatifs aux pourcentages de germination final des graines d’Atriplex halimus L., sous l’effet de l’AS montrent une grande variation des taux obtenus. En effet, la germination baisse à 48,33%, 50% et 41,67%, respectivement sous les concentrations 0,25, 0,75 et 1 mM l-1 d’AS par rapport au témoin (53,33%); tandis que la concentration moyenne 0,5 mM d’AS a provoqué une amélioration du TGF qui a augmenté à 76,67%. L’analyse statistique effectuée (tableau 3 annexe 4) a permis de révéler un effet significatif de l’acide salicylique chez les graines d’Atriplex canescens (Pursh) Nutt. et d’Atriplex halimus L. traitées respectivement avec la forte concentration (1mM) et la concentration moyenne (0,5 mM) comparativement aux graines témoins. Les autres concentrations ne sont pas significatives. En absence du NaCl, le comportement de germination des graines d’atriplex est variable selon la concentration d’AS appliquée. En effet, le TGF des graines d’Atriplex canescens (Pursh) Nutt. est affecté par la forte concentration d’AS (1 mM), contre celui des graines d’Atriplex halimus, qui est plutôt influencé par la concentration moyenne d’AS (0,5 mM). Les taux de germination les plus faibles sont notés sous le prétraitement avec les concentrations 0,5 mM et 1 mM d’AS respectivement chez les graines d’Atriplex canescens (Pursh) Nutt. et Atriplex halimus L.
1.2- Valeur germinative (V.G) L’évolution de la valeur V.G. des grains d’Atriplex canescens (Pursh) Nutt. et Atriplex halimus L. est affichée dans la Fig.5. Les résultats obtenus montrent également une grande variation entre les deux espèces ; ce sont les graines d’Atriplex canescens (Pursh) Nutt. qui enregistrent des valeurs germinatives les plus élevées aussi bien chez celles prétraitées à l’AS ou à l’eau distillée (témoins) alors que celles de l’Atriplex halimus L. ont majoritairement des valeurs plus faibles.
Atriplex halimus Atriplex canescens
120,00
100,00
80,00
60,00
40,00 Valeurgerminative 20,00
0,00 Témoin 0,25 0,50 0,75 1,00
Acide salicylique (mM)
Fig.5- Variation de la valeur germinative des graines d’Atriplex halimus L. et Atriplex canescens (Pursh) Nutt. selon la concentration en AS.
28 Chapitre III - réponses des deux espèces d’atriplex à la salinité au stade germination et au cours de leur développement
La valeur germinative obtenue sous les différentes concentrations d’AS chez Atriplex canescens (Pursh) Nutt. sont variables. En effet, sous les concentrations 0,25, 0,75 et 1 mM d’AS, la VG des graines obtenue est élevée, elle est de 68,36, 82,97 et 67,69 par rapport à la VG des graines témoins qui est de 60,69. Par contre le prétraitement sous 0,5 mM d’AS a provoqué une baisse de la VG (44,57). L’analyse statistique du (tableau 4 annexe 4 montre l’effet statistique du trempage des graines dans l’acide salicylique sur la valeur germinative. Les différentes concentrations 0,5, 0,75 et 1 mM d’AS montrent une différence significative sur la V.G. des graines d’Atriplex halimus L., alors que sous la concentration la plus faible (0,25 mM), la différence n’est pas significative. Concernant les graines de l’Atriplex canescens (Pursh) Nutt., le test statistique révèle par contre des différences significatives des quatre concentrations d’AS utilisées par rapport aux graines témoins. Notons que les graines d’Atriplex halimus L. montrent une V.G. importante sous 0,5 mM d’AS alors que chez Atriplex canescens (Pursh) Nutt. se sont plutôt les graines ayant reçues 0,75 mM l-1 d’AS qui ont une VG la plus élevée. Le prétraitement avec 1 mM d’AS, a provoqué une baisse de la VG.
2- Réponses des graines à la salinité associée à l’AS 2.1 - Taux de germination final (T.G.F) Graines d’Atriplex halimus L. Lorsque les graines d’Atriplex halimus L. sont imbibées uniquement aux différentes concentrations de NaCl sans apport d’AS, le taux de germination est très faible, il est inversement proportionnel à la concentration de la salinité. Sous la salinité de 300 meq.l-1 la germination est plus élevée, elle est de 23,33% ; celle-ci - est réduite de moitié et atteint 11,67% sous 600 mM de NaCl (Fig.6). Le TGF des graines trempées dans 0,5 AS augmente en fonction de la concentration du sel. Le prétraitement des graines dans 0,5 mM d’AS a amélioré le TGF, il augmente à 28,33% sous 300 meq.l-1 NaCl alors que la forte concentration d’AS a complètement inhibée le TGF (0,00%) en comparaison au graines témoins stressées uniquement au NaCl. Sous stress de 600 meq.l-1 de sel, l’AS a fortement amélioré la germination des graines d’Atriplex halimus L. lorsque celles- ci sont trempées dans 0 ,5 mM. En effet, le TGF obtenu est de 40,00%, il est 3,4 fois plus élevé par rapport aux graines témoins imbibées avec 600 meq.l-1 de sel (11,67%). Par contre, le prétraitement des graines sous 1mM d’AS a complètement inhibé la germination (0,00%) comparativement aux graines stressées seulement sous 600 meq.l-1. L’analyse du (tableau 5 annexe 4) montre l’effet statistique significatif de la combinaison de l’AS et de la salinité sur le taux de germination. Les TGF obtenus sont significatifs lorsque les graines sont traitées à 0,5 mM d’AS + 600 meq.l-1 de NaCl contrairement à la concentration de salinité moyenne 300 mM +0,5 mM d’AS qui montre une différence non significatif comparativement graines traitées uniquement au sel.
29 Chapitre III - réponses des deux espèces d’atriplex à la salinité au stade germination et au cours de leur développement
Il est à noter que le trempage des graines dans 0,5 mM d’AS et leurs imbibitions avec 600 meq.l-1 de NaCl stimule la germination des graines d’Atriplex halimus qui se manifeste par un taux élevé par rapport aux graines ayant reçues uniquement 600 meq.l-1 de NaCl ; par contre le prétraitement des graines à 1mM d’AS a un effet dépressif et a complètement inhibé la germination. En outre, plus la concentration en NaCl est élevée, plus le taux de germination est important sous 0,5 mM d’AS.
300 meq.l-1 NaCl 600 meq.l-1 NaCl
90,00
80,00
70,00
60,00 50,00
40,00
30,00
20,00
10,00 Taux deTauxgermination final (%) 0,00 Témoin 0,5 1 Témoin 0,5 1
Atriplex halimus Atriplex canescens
Acide salicylique (mM)
Fig. 6- Taux de germination des graines d’Atriplex halimus L. et d’Atriplex canescens (Pursh) Nutt. sous l'AS en présence du NaCl durant 23 jours.
Graines d’Atriplex canescens (Pursh) Nutt. Selon toujours la figure 6, le taux de germination final des graines d’Atriplex canescens (Pursh) Nutt. qui n’ont pas subies de traitement d’AS (témoins) est plus élevé (58,33%) lorsque celles-ci sont imbibées avec 300 meq.l-1 de NaCl, alors que sous 600 meq.l-1 de NaCl, ce taux baisse à 40,00%. En outre, le TGF des graines augmente en fonction de l’intensité de la salinité pour les graines trempées dans 0,5 mM d’AS. Le taux de germination des graines trempées dans l’AS varie en fonction de sa concentration. Les graines imbibées à 300 meq.l-1 de NaCl, présentent un pourcentage de germination variable qui est fonction de l’AS, en effet, sous 0,5 mM d’AS le TGF est de 36,67%, celui-ci s’élève à 76,67% sous la forte concentration d’AS (1mM). Néanmoins, on relève que la forte concentration d’AS associé à 300 meq.l-1 NaCl a favorisé et a augmenté la germination des graines par rapport aux graines qui sont imbibées à la même intensité de sel seul (58,33%); contrairement à 0,5 mM d’AS qui a induit à une baisse de la TGF. Sous le traitement 600 meq.l-1 NaCl associé à l’AS, le TGF est élevé en fonction de la concentration de l’AS et par rapport aux graines imbibées uniquement avec 600 meq.l-1 NaCl. Les taux enregistrés sont de 58,33%, 65% et de 40,00% respectivement sous 0,5 mM, 1 mM et le témoin (600 meq.l-1 NaCl).
30 Chapitre III - réponses des deux espèces d’atriplex à la salinité au stade germination et au cours de leur développement
Le test statistique (tableau 5 annexe 4) montre une différence significative du TGF des graines de l’Atriplex canescens (Pursh). Nutt. traitées à la combinaison de l’acide salicylique (0,5 et 1 mM) et du NaCl (300 600 meq.l-1) par rapport à celles des témoins (NaCl seul). Le traitement des graines avec l’AS associé à NaCl favorise et améliore le taux de germination des graines d’Atriplex canescens (Pursh). Nutt. sauf pour le traitement (300 + 0,5) qui au contraire en provoque sa chute en comparaison avec le TGF des graines traitées uniquement au NaCl. Cependant, c’est le prétraitement à l’AS le plus concentré associé à la salinité moins intense (1+300 meq.l-1) qui a permis d’obtenir le TGF le plus élevé. La concentration croissante en NaCl a provoqué une baisse du pourcentage de germination des graines imbibées uniquement au sel ; par contre, son association avec 0,5 mM AS, a augmenté la germination.
2.2- Valeur germinative (V.G.) Chez Atriplex halimus L. La figure 7 montre les variations de la valeur germinative de l’Atriplex halimus sous l’effet combiné des traitements d’AS et NaCl. Les graines témoins qui sont imbibées uniquement au sel présentent des VG très faibles. Celle-ci est plus élevé (4,79) sous le traitement à faible concentration 300 meq.l-1 alors qu’avec 600 meq.l-1 NaCl ; la valeur enregistrée chute à 0,65. Notons également que par rapport à l’AS, l’imbibition sous 0,5 mM AS a induit une augmentation de la VG vis-à-vis de l’intensité de NaCl. Lorsque les graines sont trempées dans l’AS, associées à 300 meq.l-1 de NaCl, la VG a sensiblement augmenté sous 0,5 mM d’AS à 6,83 par rapport aux graines témoins (4,79) alors que sous 1 mM d’AS, les graines n’ont pas germées.
300 meq.l-1 NaCl 600 meq.l-1NaCl 30,00 25,00 20,00 15,00 10,00
Valeurgerminative 5,00 0,00 Témoin 0,5 1 Témoin 0,5 1
Atriplex halimus Atriplex canescens
Acide salicylique (mM)
Fig.7- Variation de la valeur germinative des graines d’Atriplex halimus L. et d’Atriplex canescens (Pursh) Nutt. sous l'AS en présence du NaCl.
Sous 600 meq.l-1 de NaCl, les graines prétraitées avec 0,5 mM d’AS présentent une valeur germinative très forte (13,58) comparativement à la VG des graines témoins (600 meq.l-1) ; par contre l’association de 1 mM d’AS semble être dépressive, car aucune graine n’a germée.
31 Chapitre III - réponses des deux espèces d’atriplex à la salinité au stade germination et au cours de leur développement
L’analyse du tableau 6 annexe 4, montre l’effet statistique du traitement combiné des graines prétraitaient à l’AS et imbibées avec le chlorure de sodium sur la valeur germinative. Le traitement 0,5 mM d’AS + 600 meq.l-1 NaCl augmente significativement la V.G. des graines en comparaison avec les graines témoins ; alors que les autres traitements ne montrent aucune différence significative.
Chez Atriplex canescens (Pursh) Nutt.
La lecture de la figure 7 permet de relever que la V.G. des graines d’Atriplex canescens (Pursh) Nutt. est plus importante chez les graines témoins qui sont traitées sous 300 meq.l-1 de chlorure de sodium seul (19,64) par rapport à celles de 600 meq.l-1 qui montrent une valeur très réduite (5,73). D’autre part, la VG est proportionnelle à la concentration du NaCl sous 0,5 mM d’AS ; tandis qu’avec 1 mM AS, celle-ci est inversement proportionnelle. Lorsque ces graines sont trempées sous 0,5 mM d’AS et imbibées avec 300 meq.l-1 de NaCl, la valeur de la VG chute brusquement à 6,70; alors que la concentration élevée d’AS (1 mM) a provoqué une augmentation de la valeur qui a atteint 23,57 ; comparativement aux graines témoins (19,64) qui sont imbibées uniquement avec le chlorure de sodium. Le prétraitement des graines avec 0,5 mM d’AS et 1 mM d’AS associées à 600 meq.l-1 de NaCl a induit une légère élévation de la V.G qui passe respectivement de 12,75 à 14,06 contre 5,73 représentant la VG des graines témoins imbibées uniquement à 600 meq.l-1. Le test statistique de la variance (Tableau 6 annexe 4) fait ressortir une différence significative de la VG des graines d’Atriplex canescens (Pursh) Nutt. prétraitaient sous 0,5 et 1 mM d’AS + 600 meq.l-1 de NaCl et sous 0,5 mM AS + 300 meq.l-1 NaCl comparativement aux graines témoins. Par contre le traitement 1 mM AS+300 meq.l-1 n’est pas significatif. Il est à noter que le traitement des graines avec 0,5 mM d’AS provoque une amélioration de la VG des graines d’Atriplex halimus L. stressées avec la 600 meq.l- 1 NaCl; la valeur germinative de ces graines semble très sensible à la salinité. Les graines d’Atriplex canescens (Pursh) Nutt. se montrent plus sensible à la salinité élevé 600 meq.l-1, néanmoins, la VG s’améliore sous les prétraitements à l’AS. La plus forte valeur est marquée chez les graines trempées dans 0,5 mM AS et imbibées avec 300 meq.l-1 d’AS.
32 Chapitre III - réponses des deux espèces d’atriplex à la salinité au stade germination et au cours de leur développement
II- AU STADE JEUNE PLANTE
1- Effet du NaCl et de l’AS sur le statut hydrique Le comportement hydrique des deux espèces étudiées Atriplex halimus L. et Atriplex canescens (Pursh) Nutt. vis-à-vis de la salinité avec ou sans acide salicylique a été évaluée en déterminant la teneur en eau (T.E), la teneur relative en eau (T.R.E), le déficit hydrique de saturation (D.H.S). Ces paramètres reflètent l'activité métabolique dans les tissus et sont des outils d’appréciation important pouvant élucider la résistance des plantes à certains stress. 11- Teneur en eau
Les résultats affichés sur la figure 8 représentent la variation de la teneur en eau chez les deux espèces d’Atriplex halimus L. et Atriplex canescens (Pursh) Nutt. en fonction du traitement salin seul ou associé à l’acide salicylique.
a- En présence du NaCl seul Les résultats obtenus montrent que la teneur en eau des feuilles d’Atriplex halimus L., diminue en fonction de la concentration salin du milieu, en effet, la TE est respectivement de 75,36% et 73,14% sous 300 et 600 meq.l-1. En revanche, les feuilles des plantes témoins présentent une teneur plus élevée de 78,80%. En conséquence, l’étude statistique montre que comparativement aux feuilles des plantes témoins, les traitements salins diminuent significativement (p=0,002 et p=0,000) la TE des feuilles stressées (tableau 7 annexe 5). Chez Atriplex canescens (Pursh) Nutt., la teneur en eau foliaire diminue également en appliquant le stress salin, de 80,41% pour le témoin, à 76,00% pour la concentration 300 meq.l-1 jusqu’à 73,90 % sous 600 meq.l-1 NaCl. L’analyse de variance montre une différence significative (p=0,000) (tableau 7 annexe 5) de la teneur en eau des feuilles stressées au sel par rapport aux feuilles témoins.
b- NaCl associé à 0 ,5 mM d’AS La figure 8 montre que le contenu en eau des feuilles d’Atriplex halimus L. augmente en appliquant le stress salin accompagné de 0,5 mM d’AS, en effet la teneur passe de 78,61 % sous 300 meq.l-1 à 77,06 avec 600 meq.l-1 NaCl. Ces teneurs restent faibles en les comparants aux témoins (78,80%). Notons que comparativement aux plantes traitées au sel seul, le niveau d’eau augmente légèrement mais demeure sans différence significative. L’analyse statistique révèle d’ailleurs que l’ajout de 0,5 mM d’AS révèle une différence significative sous 300 meq.l-1 et non significative sous 600 meq.l-1 de la teneur en eau des feuilles par rapport aux plantes témoins. Chez Atriplex canescens (Pursh) Nutt., l’ajout de 0,5 mM d’AS n’a pas amélioré la teneur en eau par rapport aux plantes témoins. Les valeurs notées sont de 78,61% et 73,51% sous 300 et 600 meq.l-1 NaCl contre 80,41% pour les feuilles non traitées. Néanmoins, le traitement 0,5 mM AS + 300 meq.l-1 NaCl a favorisé le contenu hydrique
33 Chapitre III - réponses des deux espèces d’atriplex à la salinité au stade germination et au cours de leur développement des feuilles par rapport aux plantes ayant été stressées uniquement à 300 meq.l-1 NaCl, ce qui montre une différence significative. L’étude statique effectuée signale ainsi une différence non significative (p=0,051) du traitement de l’AS à 0,5 mM associé à 300 meq.l-1 NaCl la teneur en eau des feuilles, -1 par contre sous 600 meq.l NaCl, la différence est significative (p=0,000) ; en comparaison aux plantes témoins.
Témoin 300 meq l-1 NaCl 600 meq l-1 NaCl 300 meq l-1 NaCl+0,5 mM AS 600 meq l-1 NaCl+0,5 mM AS 300 meq l-1 NaCl+1 mM AS 600 meq l-1 NaCl+1mM AS
86,00
84,00 82,00 80,00
78,00 76,00
74,00 Teneureneau (%) 72,00
70,00 68,00 66,00 Atriplex halimus Atriplex canescens Espèces Fig.8- Teneur en eau (TE) des feuilles d’Atriplex halimus L. et Atriplex canescens (Pursh) Nutt. âgées de quatre mois, traitées au NaCl seul ou additionné à l’AS durant une semaine.
c- NaCl associé à 1 mM d’AS
Lorsqu’on ajoute 1mM d’AS au NaCl, la teneur en eau des feuilles diminue en fonction de l’intensité du stress (figure 8). Les valeurs passent de 77,42 à 71,80% respectivement sous 300 et 600 meq.l-1 NaCl. Le niveau hydrique baisse aussi très légèrement par rapport aux feuilles témoins (78,80%) qui montre d’ailleurs une différence non significative (p=0,181) à 300 meq.l-1 NaCl, en revanche sous 600 meq.l-1 NaCl, une différence significative (p=0,000) est enregistré. Il est à remarquer que les plantes traitées sous 300 meq.l-1 NaCl + 0,5 mM d’AS montrent une augmentation significative par rapport à celles stressées uniquement à 300 meq.l-1 NaCl. Contrairement aux plantes d’Atriplex halimus, le contenu hydrique des feuilles augmente chez Atriplex canescens (Pursh) Nutt. arrosés avec 300 et 600 meq.l-1 NaCl associé à 1 mM d’AS. La teneur enregistrée 75,26% sous 300 meq.l-1 NaCl passe à 82,30% sous 600 meq.l-1 NaCl; contre celle du témoin qui est de 80, 41%. Nous constatons que cette concentration d’AS a favorisé la teneur en eau des feuilles traitées sous 600 meq.l-1 par rapport aux plantes témoins et en comparaison aussi à celles traitées uniquement avec la concentration la plus haute de sel ; contrairement à celles stressées par 300 meq.l-1 de NaCl qui marquent une diminution.
34 Chapitre III - réponses des deux espèces d’atriplex à la salinité au stade germination et au cours de leur développement
Le test statistique, indique un effet significatif (p= 0,041 et p=0, 000) du traitement salin associé à 1 mM d’AS sur la teneur en eau des feuilles en comparaison aux feuilles témoins (tableau 7 annexe 5). Il est à remarquer que, sous le traitement salin, la TE en eau des feuilles diminue significativement par rapport aux plantes témoins chez les deux espèces. Même si le contenu hydrique est variable pour les traitements salins associés à l’AS, son apport améliore le statut hydrique par rapport aux témoins (600 meq.l-1 NaCl +1 mM d’AS) chez Atriplex canescens (Pursh) Nutt. Par contre chez Atriplex halimus L. l’ajout de l’AS a été sans effet par rapport au témoin ; néanmoins, les traitements 600 meq.l-1 NaCl +0,5 mM d’AS et 300 meq.l-1 NaCl +1 mM d’AS, ont atténué le niveau d’eau des feuilles par rapport aux feuilles stressées à la salinité seule. C’est l’espèce Atriplex canescens (Pursh) Nutt. qui se distingue par son aptitude à conserver ses potentialités hydriques aussi bien en condition non stressante que traitée; par contre Atriplex halimus L. est plus sensible au sel associé à l’AS pour le maintien du contenu en eau.
1.2- Teneur relative en eau
La figure 9 illustre l’évolution de la teneur relative en eau enregistrée chez les feuilles des plantules d’Atriplex halimus et Atriplex canescens (Pursh) Nutt. sous les différents traitements. a- En présence du NaCl seul Nous constatons que sous ce traitement, la teneur en eau des feuilles d’Atriplex halimus L. s’atténue sous l’effet de la salinité. La turgescence foliaire est maintenue constante sous le milieu le plus concentré; malgré que la teneur en eau diminue d’une manière significative (tableau 8 annexe 5 par rapport aux plantes témoins (84,38%). Les taux enregistrés sont respectivement de 79,80 et 78,81 % sous la salinité de 300 et 600 meq.l-1. Les feuilles d’Atriplex canescens (Pursh) Nutt. ont aussi agies en diminuant leur teneur relative en eau vis-à-vis des plantes témoins. Celle- ci est de 87,24% chez les plantes arrosées à la solution nutritive, elle passe à 81,59% et à 80,30% respectivement sous 300 et 600 meq.l-1. L’analyse statistique montre que cette baisse est significative par rapport aux témoins. Le traitement salin n’a pas montré de changement de teneur en eau en fonction des concentrations (tableau 8 annexe 5).
35 Chapitre III - réponses des deux espèces d’atriplex à la salinité au stade germination et au cours de leur développement
Témoin 300 meq l-1 NaCl 600 meq l-1 NaCl 300 meq l-1 NaCl+0,5 mM AS 600 meq l-1 NaCl+0,5 mM AS 300 meq l-1 NaCl+1 mM AS 600 meq l-1 NaCl+1mM AS 92,00 90,00 88,00 86,00 84,00 82,00 80,00 78,00
Teneurrelative eneau (%) 76,00 74,00 72,00 Atriplex halimus Atriplex canescens
Espèces
Fig.9- Teneur relative en eau (TRE) des feuilles d’Atriplex halimus L.et Atriplex canescens (Pursh) Nutt. âgées de quatre mois, traitées au NaCl seul ou additionné à l’AS durant une semaine.
b- NaCl associé à 0,5 mM d’AS
L’apport de 0,5 mM d’AS à la solution du NaCl, n’a pas amélioré la TRE des feuilles d’Atriplex halimus L. par rapport aux témoins. Les résultats enregistrés sont identiques, ils sont de 80,29% et 80,74% sous 300 et 600 meq.l-1 de salinité contre 84,38% pour les plantes témoins et présentent d’ailleurs des différences significatives (p=0,001 et p=0,003). Néanmoins, les valeurs obtenues semblent sensiblement élevés vis-à-vis des plantes traitées uniquement au sel (tableau 8 annexe 5). En présence de 0,5 mM d’AS, la TRE enregistrée dans les feuilles d’Atriplex canescens (Pursh) Nutt. est identique, elle est de 82,78% et 83,04% sous 300 meq.l-1 NaCl et 600 meq.l-1 NaCl ; mais diminue par rapport aux feuilles des plantes témoins (87,24%). Cette teneur s’élève en fonction de la concentration saline vis-à-vis des plantes traitées uniquement au NaCl croissant essentiellement sous 600 meq.l-1 NaCl +0,5 mM AS vis- à-vis du traitement au NaCl seul (600 meq.l-1) qui révèle une différence significative.
L’analyse statistique de la TRE montre une différence significative pour les feuilles stressées aux deux concentrations salines associées à 0,5 mM d’AS par rapport aux témoins (tableau 8 annexe 5, Fig.9).
c- NaCl associé à 1 mM d’AS Avec l’apport de 1 mM d’AS dans la solution saline, les feuilles d’Atriplex halimus L. ont agies également en diminuant leur teneur relative en eau à 78,60% pour 300 meq.l-1 et 80,05% sous 600 meq.l-1 par rapport aux feuilles témoins (84,38%). Nous constatons que l’ajout de 1 mM d’AS a néanmoins permis une élévation légère et d’ailleurs non significative de la TRE, vis-à-vis des plantes traitées uniquement à 600 meq.l-1.
36 Chapitre III - réponses des deux espèces d’atriplex à la salinité au stade germination et au cours de leur développement
Le test statistique effectué confirme que la différence de la TRE notée chez les plantes ayant subies le traitement salin associé à 1 mM d’AS est significative (p=0,000) (tableau 8 annexe 5). Chez Atriplex canescens (Pursh) Nutt., la teneur relative en eau mesurée est significativement réduite sous les traitements croissants de sel à 300 et 600 meq.l-1 associés à 1 mM d’AS par rapport aux témoins (tableau 8 annexe 5). Les valeurs moyennes notées étant de 80,79%, baissent à 79,20% contre 87,24% respectivement. Le stress salin ne semble pas affecter la TRE des deux espèces étudiées, en effet, les résultats sont sensiblement identiques, néanmoins, Atriplex canescens (Pursh) Nutt. conserve plus d’eau et donc, elle est plus tolérante. L’ajout de 0,5 mM d’AS a légèrement maintenu élevé la prise d’eau par rapport aux plantes stressées à la salinité seule; contrairement à l’ajout de 1 mM d’AS. Notons que c’est Atriplex canescens (Pursh) Nutt., qui maintient sa turgescence plus élevé que Atriplex halimus L. chez les plantes témoin.
1.3- Déficit hydrique de saturation Les résultats du D.H.S. foliaire des deux espèces d’Atriplex soumises aux différents traitements sont représentés sur la Fig.10. Aussi bien les plantes témoins que celles stressées, marquent un déficit de saturation hydrique des feuilles ; cependant, le DHS est plus important chez les plantes stressées comparé aux plantes témoins.
a- En présence de NaCl seul Les données présentées sur la figure 10 indiquent que la contrainte de la salinité a provoqué une très légère élévation du D.H.S des feuilles des plantes d’ Atriplex halimus L. qui est proportionnel à l’intensité du stress salin d’une part, et d’autre part, le NaCl a permis une augmentation significative (p=0,000) des valeurs du D.S.H par rapport aux témoins. Les valeurs enregistrées sont de 20,21%, 21,21% et de 15,65% respectivement pour 300, 600 meq.l-1 NaCl et le témoin (tableau 9 annexe 5).
Témoin 300 meq l-1 NaCl 600 meq l-1 NaCl 300 meq l-1 NaCl+0,5 mM AS 600 meq l-1 NaCl+0,5 mM AS 300 meq l-1 NaCl+1 mM AS 600 meq l-1 NaCl+1mM AS 25,00
20,00
15,00
10,00
5,00 Défcit deDéfcitsaturation hydrique (%)
0,00 Atriplex halimus Atriplex canescens Espèces Fig. 10- Déficit hydrique de saturation des feuilles d’Atriplex halimus L. et Atriplex canescens (Pursh) Nutt. âgées de quatre mois, traitées au NaCl seul ou additionné à l’AS durant une semaine.
37 Chapitre III - réponses des deux espèces d’atriplex à la salinité au stade germination et au cours de leur développement
Le D.H.S des feuilles d’Atriplex canescens (Pursh) Nutt. suit la même tendance, ce paramètre augmente significativement (p=0,000) par rapport au témoin au fur et à mesure que le stress est plus important (tableau 9 annexe 5). Il est de 18,42% sous 300 meq.l-1 NaCl et passe à 19,70% sous 600 meq.l-1 NaCl contre 12,78% chez les feuilles témoins.
b- NaCl associé à 0,5 mM d’AS En présence de l’acide salicylique à faible concentration (0,5mM) ajouté au chlorure de sodium, le DHS foliaire de l’Atriplex halimus L. est maintenu constant (19,73% et 19,26%) sous les deux milieux de plus en plus intenses. Ces valeurs sont par contre plus élevées par rapport aux plantes témoins (15,65%). Notons que l’AS à 0,5 mM n’a pas amélioré le DHS des feuilles qui a baissé comparativement au plantes ayant reçues uniquement le NaCl. L’analyse statistique (p=0.000) montre une action significative de ce traitement par rapport aux plantes témoin (tableau 9 annexe 5). Le DHS des feuilles d’Atriplex canescens (Pursh) Nutt. diminue sensiblement sous la salinité croissante du milieu associé 0,5mM d’AS ; mais augmente significativement par rapport aux feuilles des plantes témoins comme le montre les valeurs moyennes qui sont de 17,25% pour 300 et 16,96 sous 600 meq.l-1. En revanche, le DHS des feuilles témoins est de 12,78% (tableau 9 annexe 5). Notons que l’AS à 0,5 mM sous la haute concentration du sel a induit à une réduction significative du DHS des feuilles chez les deux espèces par rapport aux plantes stressées uniquement à 600 meq.l-1 NaCl.
c- NaCl associé à 1 mM d’AS
En condition de traitement salin associé cette fois avec 1mM d’AS, les valeurs du DHS enregistrées au niveau des feuilles d’Atriplex halimus L. diminuent en fonction de l’intensité du stress ; les valeurs enregistrées passent de 21,41% pour 300 meq.l-1 à 19,94% sous 600 meq.l-1. Ces résultats restent élevées et significatifs vis-à-vis du taux relevé chez feuilles témoins (15,67%) (tableau 9 annexe 5). L’apport de 1mM d’AS a par contre induit une sensible élévation du DHS des feuilles d’Atriplex canescens (Pursh) Nutt. proportionnelle à la concentration en sel du milieu. Néanmoins, les valeurs moyennes affichées de 19,24% et 20,81% respectivement sous NaCl à 300 et à 600 meq.l-1 sont très élevées et significatives (p= 0,000) de celles enregistrées au niveau des feuilles témoins (12,78%). Le déficit de saturation est plus important chez les plantes stressées que chez les plantes témoins chez les deux espèces d’atriplex étudiées. Il est également élevé chez l’espèce halimus L. L’ajout de l’AS a permis de noter des valeurs variables mais toujours élevés par rapport aux témoins. Le DHS le plus élevé est enregistré sous le milieu le plus concentré associé avec 0,5 mM d’AS chez Atriplex halimus L. alors que pour Atriplex canescens (Pursh) Nutt., c’est plutôt sous 1mM d’AS.
38 Chapitre III - réponses des deux espèces d’atriplex à la salinité au stade germination et au cours de leur développement
2- Effet du NaCl et de l’AS sur la biomasse et l’indice de sensibilité à la salinité 2.1- La biomasse aérienne chez Atriplex halimus L. Les résultats du poids frais et sec aérien (tiges et feuilles) sont indiqués dans la figure 11. a- En présence du NaCl seul Le traitement salin des plantes d’Atriplex halimus L. a provoqué une baisse moyenne significative de 28,16% et de 39,03% sous 300 et 600 meq. l-1 de la biomasse aérienne fraîche par rapport aux plantes témoins. Les valeurs correspondantes sont respectivement de 11,10 et 9,42 g/plant et de 15,45 g/plant pour les plantes témoins. De même, le poids sec diminue avec les traitements du NaCl (tableau 10 annexe 5). Les pourcentages de réductions sont dans l’ordre de 21,93% et 32,56%, ce qui correspond à 4,77 et 4,12 g/plant sous 300 et 600 meq. l-1 comparé au témoin (6,11g/plant). L’analyse statistique indique une différence significative du stress salin sur la biomasse aérienne fraîche et sèche sous 300 meq. l-1 et 600 meq. l-1 en comparaison au témoin.
Poids frais Poids sec
20,00
18,00
16,00 14,00
12,00
10,00
8,00
6,00
Biomasseaérienne (g) 4,00
2,00
0,00
Témoin 300 meq l-1600 NaCl meq l-1 NaCl 300 meq l-1 600NaCl+0,5 meq l-1 mM NaCl+0,5300 AS meq mMl-1 NaCl+1 600AS meq mM l-1 ASNaCl+1mM AS
Traitements
Fig.11- Biomasse aérienne fraîche et sèche d’Atriplex halimus L. âgées de quatre mois, traitées au NaCl seul ou additionné à l’AS durant une semaine.
b- NaCl associé à 0,5 mM d’AS L’ajout de l’AS à 0,5 mM au milieu salin a provoqué une diminution de la biomasse fraîche accentuée en fonction des concentrations croissantes de NaCl par rapport aux plantes témoins. En effet, le poids frais est de 13,34 g/plante sous le milieu le moins concentré (300 meq. l-1) et chute à 9,24 g/plante pour 600 meq. l-1 alors que la biomasse des témoins est de 15,45 g/plant. Le pourcentage de réduction pour les plantes stressées à la forte concentration NaCl est (40,2%). Néanmoins, notons que l’ajout de 0,5 mM d’AS à 300 meq. l-1 NaCl a provoqué une augmentation de la biomasse fraîche de 20,18% qui est
39 Chapitre III - réponses des deux espèces d’atriplex à la salinité au stade germination et au cours de leur développement
d’ailleurs significative comparativement aux plantes stressées uniquement au sel (tableau 10 annexe 5 et figure 11). Le test statique indique une différence non significative de la biomasse des plantes traitées à 300 meq. l-1 NaCl + 0,5 mM d’AS en comparaison aux plantes témoins, contrairement au traitement 600 meq. l-1 NaCl + 0,5 mM d’AS qui est significatif. La production sèche aérienne a suit la même tendance que la biomasse fraîche. Elle baisse en fonction de la concentration saline par rapport au témoin, ainsi, le poids sec de 5,85 g/plante noté sous 300 meq.l-1 associé à 0,5 mM d’AS chute à 3,63 g/plante avec 600 meq.l-1 (ce qui correspond à une réduction sévère égale à 40,58%) pour 6,11g/plante chez les plantes témoins.
L’application de 0,5 mM AS a amélioré le poids sec des plantes traitées sous 300 meq.l-1 NaCl par rapport aux plantes stressées uniquement à 300 meq.l-1 NaCl ; le pourcentage d’augmentation est de 22,64%. L’analyse statistique montre que la diminution du poids sec n’est pas significative (p= 0,609) lorsque les plantes sont arrosées avec 300 meq.l-1, mais significative (p=0,000) sous 600 meq.l-1 de NaCl+ 0,5 mM d’AS en comparaison aux plantes témoins (tableau 11 annexe 5). c- NaCl associé à 1 mM d’AS
L’ajout de 1 mM d’AS aux solutions de NaCl, a provoqué également une baisse de la biomasse fraîche par rapport aux plantes témoins et aux autres traitements. En effet, les poids enregistrés frais sont de 9,41 et 8,31 g/plante contre 15,45 g/plante chez les plantes témoins ; ce qui correspond à des pourcentages de réductions de 39,1 et 46,21% respectivement sous 300 et 600 meq.l-1 de sel. Il en est de même pour la biomasse sèche qui montrent des réductions qui sont dans l’ordre de 34,70% et 48,28%. Le poids sec noté est de 3,99 et 3,16 g/plante, pour les traitements 300 et 600 meq.l-1 de sel contre 6,11 g/plante chez les plantes témoins. L’étude statistique montre que les différences enregistrées pour la biomasse sèche sont significatives chez les plantes stressées sous 300 et 600 meq.l-1 associé à 0,5 m d’AS par rapport à aux plantes témoins (tableau 10 annexe 5). Il est a remarqué que la biomasse est plus élevée lorsque les plantes sont arrosées uniquement avec la solution nutritive, dès qu’on irrigue avec les solutions salines seules ou associée à l’AS, la biomasse diminue. Dans l’ensemble, les milieux les plus concentrés (600 meq.l-1) indiquent des diminutions importantes par rapport au milieu moins intense (300 meq.l-1). L’ajout de 0,5 mM d’AS à la faible concentration saline (300 meq.l-1) a permet une amélioration de la biomasse fraîche et sèche en comparaison aux plantes stressées à la solution NaCl seul.
40 Chapitre III - réponses des deux espèces d’atriplex à la salinité au stade germination et au cours de leur développement
2.2- Biomasse aérienne chez Atriplex canescens (Pursh) Nutt. Chez Atriplex canescens (Pursh) Nutt., la biomasse aérienne fraîche et sèche est aussi affectée par le traitement au NaCl (Fig.12).
a- En présence du NaCl seul La figure 12 montre que le stress à base de faible concentration de NaCl a induit une réduction (11,34%) de la biomasse fraîche des plantes d’Atriplex canescens (Pursh) Nutt., contrairement au traitement le plus intense (600 meq.l-1) qui a marqué une réduction accentuée égale à 21,29% en comparaison aux plantes témoins. La biomasse notée respectivement est de 10,16 et 9, 02 g/plante pour 11,46 chez le témoin. Le test statistique montre une différence non significative (p =0,103) du poids frais aérien pour le traitement 300 meq.l-1 NaCl et significative (P=0,004) pour 600 meq.l-1 NaCl comparativement aux plantes témoins (tableau 11 annexe 5).
Poids frais Poids sec
16,00
14,00
12,00 10,00
8,00
6,00
4,00 Biomasseaérienne (g) 2,00 0,00
Témoin 300 meq l-1 600NaCl meq l-1 NaCl300NaCl+0,5AS
600 meq l-1 NaCl+0,5300 meq mMl-1 600NaCl+1 AS meq mM l-1 NaCl+1mMAS AS
Traitements
Fig.12 - Biomasse aérienne fraîche et sèche d’Atriplex canescens (Pursh)Nutt. âgées de quatre mois, traitées au NaCl seul ou additionné à l’AS durant une semaine.
Le poids sec de l’ensemble de l’appareil aérien est aussi affecté par le NaCl. On note une diminution égale à 16,74% et 20,71% ce qui correspond à 3,98 et 3,79 g/plante vis à vis des traitements le moins intense (300 meq.l-1) et le plus fort (600 meq.l-1) comparativement au témoin (4,78 g/ plante) (tableau 11 annexe 5). L’analyse de variance effectuée révèle une différence significative de la biomasse sèche des plantes ayant subies le traitement salin pour les deux concentrations par rapport aux plantes témoins.
41 Chapitre III - réponses des deux espèces d’atriplex à la salinité au stade germination et au cours de leur développement
b- NaCl associé à 0,5 mM d’AS
L’ajout de 0,5 d’AS à la solution saline de base, a été bénéfique pour la croissance des plantes, pour la faible concentration saline NaCl (300 meq.l-1) qui a provoqué une légère augmentation de la biomasse à 11,86 g/plante. Par contre, sous la haute intensité de NaCl, celle-ci a chuté à 8,62 g/plante ; alors que chez les plantes témoins le poids frais est de 11,46 g/ plante. L’analyse statistique a fait ressortir que la différence observée sous le traitement salin 300 meq.l-1 d’NaCl associé 0,5 mM d’AS est non significative ; alors qu’elle est significative sous 600 meq.l-1 par rapport aux plantes arrosées uniquement à la solution nutritive (tableau 11 annexe 5). Notons que la différence enregistrée chez les plantes traitées à 300 meq.l-1 d’NaCl +0,5 mM d’AS est significative comparativement aux plantes traitées uniquement à 300 meq.l-1 d’NaCl ; une hausse de biomasse de 16,73% a été enregistrée. Le poids sec des feuilles et tiges diminue en fonction de l’intensité du NaCl combiné à 0,5 mM d’AS. Les valeurs baissent de 4,69 g/plant à 3,65 g respectivement pour 300 et 600 meq.l-1 par rapport aux plantes témoins (4,78 g/plant). Néanmoins, la biomasse obtenue pour le premier traitement est très proche de celle du témoin ; qui est confirmé d’ailleurs par le test statistique qui montre une différence non significative, contrairement au traitement 600 meq.l-1 qui révèle une différence significative (tableau 11 annexe 5). Une augmentation de 17,84% a été notée pour les plantes ayant reçues le traitement 300 meq.l-1 NaCl associé à 0,5 mM d’AS en comparaison aux plantes stressées à base de 300 meq.l-1 NaCl seul ; malgré que la différence indiqué était non significative.
c- Sous NaCl associé à 1 mM d’AS
L’apport de 1mM d’AS a contrairement aux traitements précédents provoqué une diminution de la biomasse fraîche des plantes d’Atriplex canescens (Pursh) Nutt. lorsqu’ils sont stressés au chlorure de sodium aux concentrations 300 et 600 meq.l-1. De même, en comparaison aux plantes témoins (figure12), les valeurs notées ont baissées respectivement de 9,28 à 8,38 g/plant pour 11,46 g/plant. Les pourcentages de réduction correspondant sont de 19,02 % et 26,88 %. Le test statistique indique des différences significatives (p = 0,009 et P=0,000) du poids frais des feuilles et tiges pour les traitements salins associés à 1 mM d’AS par rapport aux plantes témoins. La biomasse sèche des feuilles et tiges obtenue sous ces traitements a également diminuée vis-à-vis des plantes témoins et du traitement à base de 0,5 mM d’AS. La baisse enregistrée en comparant aux plantes témoins n’est pas significative pour 300 meq.l-1 de NaCl contrairement au traitement 600 meq.l-1 qui est significative (tableau 11 annexe 5). Les poids notés sont dans l’ordre de 4,10, 3,51 et 4,78 g/plante ; ce qui équivaut à des réductions de 14,22 % et 26,56 %. Une légère hausse de poids sec (5,13%) des plantes traitées à 300 meq.l-1 NaCl avec 0,5 mM d’AS a été notée par rapport aux plantes traitées uniquement au sel.
42 Chapitre III - réponses des deux espèces d’atriplex à la salinité au stade germination et au cours de leur développement
Il est constaté que la salinité du milieu induit toujours une réduction de la croissance des plantes d’atriplex ; en effet, les mesures du poids frais et sec des feuilles et tiges sont plus élevées chez les plantes témoins non traitées comparativement à celles traitées au NaCl seul ou associé à l’AS. L’ajout de 0,5 mM d’AS a permis d’améliorer le poids frais et sec ; il a donc atténué l’effet de la salinité surtout lorsque le stress est moins intense (300 meq.l-1) en comparant aux plantes ayant été stressées uniquement au NaCl seul.
2.3- Indice de sensibilité relative au sel Les résultats de l’I.S.R.S. déterminant le niveau de sensibilité des plantes d’atriplex face au stress induit par le stress du NaCl seul ou associé à 0,5 et 1mM d’AS sont indiqué dans le tableau 2. Les valeurs de cet indice montrent une importante variation entre les traitements d’une part et entre les deux espèces d’autre part ; en effet, l’I.S.R.S. est plus élevé chez Atriplex halimus que chez Atriplex canescens (Pursh) Nutt. Les valeurs de l’I.S.R.S varient entre 0,99 à 1,36 chez Atriplex halimus L. sous l’effet de salinité du NaCl seul 300 et 600 meq.l-1 ; les indices sont fonction de la concentration et sont respectivement de 1,00 et 1,22.
Tableau 2- Variation de l’indice de sensibilité relative au stress salin des plantes d’Atriplex halimus L. et Atriplex canescens (Pursh) Nutt. âgées de quatre mois, traitées au NaCl seul (300 et 600 meq.l-1) ou additionné avec 0,5 et à 1 Mm d’AS durant une semaine.
NaCl 300 600 300 meq.l-1 600 meq.l-1 300 meq.l-1 600 meq.l-1 Témoin meq.l -1 meq.l-1 +0,5 mM +0,5 mM +1mM AS +1 mM AS Espèces AS AS Atriplex 1,00 1,22 1,36 1,21 0,99 1,02 halimus Atriplex 0, 56 0,70 0,53 0,72 1,01 0,98 canescens Les données présentées sont les valeurs moyennes obtenues à partir de 5 plantes par traitement pour les deux espèces.
L’ajout de 0,5 mM d’AS aux milieux des solutions de NaCl a induit à une sensibilité importante des plantes d’atriplex où il est noté un I.S.R.S de 1,36 sous 300 meq.l-1, par contre sous 600 meq.l-1 NaCl, l’indice enregistré 1,21 est semblable à celui des plantes traitées au NaCl seul. L’indice le plus bas (0,99) est obtenu pour les plantes traitées avec 1 mM d’AS+ 300 meq.l-1 NaCl suivi des plantes stressées sous 600 meq.l-1 de sel qui a légèrement augmenté à 1,02. Les plantes d’Atriplex canescens (Pursh) Nutt. se montrent en général moins sensibles au stress de salinité, les I.S.R.S obtenus varient entre à 0,53 et 1,01. Les indices notés s’élèvent sous les concentrations salines croissantes, ils sont respectivement de 0,56 et 0,70 sous 300 meq.l-1 et 600 meq.l-1 NaCl.
43 Chapitre III - réponses des deux espèces d’atriplex à la salinité au stade germination et au cours de leur développement
L’ajout de 0,5 mM d’AS aux solutions de NaCl à également permis d’enregistrer des indices allant de 0,53 à 0,72, qui augmentent en fonction de la salinité du milieu ; néanmoins, l’apport de cette concentration d’AS a permis d’obtenir un I.S.R.S le plus faible. Les indices de sensibilité les plus élevés sont observés sous le traitement salin associé à 1 mM d’AS ; ils baissent sensiblement en fonction du stress. Sous la contrainte saline 300 meq.l-1 NaCl, l’I.S.R.S obtenu est égale à (1,01) alors que sous la concentration plus sévère 600 meq.l-1 NaCl il est de (0, 98). Dans l’ensemble, l’indice le plus élevé (1,36) est noté pour Atriplex halimus L. obtenu sous 300 meq.l-1 + 0,5 mM d’AS, contre le plus bas (0,99) sous 300 meq.l-1 en présence de 1 mM d’AS. Par contre, chez Atriplex canescens (Pursh) Nutt., l’I.S.R.S. le plus élevé 1,01 est noté sous 300 meq.l-1 NaCl + 1 mM d’AS et le plus faible sous 300 meq.l-1 de NaCl + 0,5 mM d’AS.
3- Effet du NaCl et de l’AS sur la teneur en proline des feuilles et des racines
La variation de ce paramètre a été appréciée dans les feuilles et racines des jeunes plantes des deux espèces d’atriplex étudiées. Les résultats sont indiqués dans les figures 13 et 14 et les tableaux 13 et 14 annexes 6.
3.1- Chez Atriplex halimus L. a- En présence du NaCl seul
Le traitement salin des plantes d’Atriplex halimus L. à base de NaCl (figure 13 tableaux 13 annexe 6) provoque une accumulation significative (p = 0,000) de la proline foliaire, qui est proportionnelle à la concentration en sel; plus la concentration du milieu est élevé plus l’accumulation de cet acide est importante. La teneur en proline des feuilles témoins de 16,46 µmoles. g-1 PS augmente à 22,87 sous la 300 meq.l-1 et à 28,173 µmoles. g-1 PS sous 600 meq.l-1 de NaCl. Le stress à 600 meq.l-1 de NaCl, a provoqué une accumulation de proline qui est 1,5 fois plus élevée que le témoin. Les racines traitées au NaCl aux concentrations croissantes (300 et 600 meq.l-1) montrent également une accumulation de proline qui augmente significativement à 16,17 et 18,57 µmoles. g-1 PS par rapport à celles des plantes non traitées qui enregistrent une teneur de 11,87 µmoles. g-1 PS.
b- NaCl associé à 0,5 mM d’AS
L’ajout de 0,5 mM d’AS à la solution saline la moins concentrée (300 meq.l-1) a nettement amélioré l’accumulation de proline foliaire (29,47 µmoles. g-1 PS) en comparaison aux teneurs obtenues chez les plantes stressées sous NaCl seul et les témoins (Fig.13). Par contre, sous 600 meq.l-1, la teneur en proline accumulé a été maintenue identique à celle indiquée sous le stress de salinité sans AS (28,32 µmoles. g-1 PS), néanmoins, elle a augmentée par rapport au témoin (16,46 µmoles. g-1 PS).
44 Chapitre III - réponses des deux espèces d’atriplex à la salinité au stade germination et au cours de leur développement
L’analyse statistique met en évidence les résultats obtenues qui sont significatifs par rapport aux témoins (tableaux 13 annexe 6). À l'inverse des feuilles, la proline analysée au niveau des racines a régressé à 15,94 µmoles. g-1 PS sous le stress 300 meq.l-1 + 0,5 mM d’AS en comparaison aux plantes traitées sans AS ; mais cette teneur a significativement augmenté par rapport aux plantes témoins 11,87 µmoles. g-1 PS (Fig.13). 0,5 mM d’AS ajouté à la contrainte saline 600 meq.l-1 a légèrement diminué ce composé organique à 18,14 µmoles. g-1 PS par rapport aux racines ayant subi traitement salin seul. Par contre en comparaison du témoin (11,87 µmoles. g-1 PS), l’accumulation de la proline à significativement évoluée (tableaux 13 annexe 6).
Feuilles Racines
35,00
30,00
PS 25,00 -1 -1 20,00
15,00
10,00
Prolineµmole.g 5,00
0,00
Témoin
300 meq l-1 NaCl600 meq l-1 NaCl
600 meq l-1 NaCl+1mM AS 300 meq l-1 NaCl+0,5600 meq mMl-1 NaCl+0,5 AS300 meq mM l-1 AS NaCl+1 mM AS Traitements Fig. 13 - Variation de la teneur en proline des feuilles et des racines d’Atriplex halimus L. âgées de quatre mois, traitées au NaCl seul ou additionné à l’AS durant une semaine.
c-NaCl associé à 1 mM d’AS.
L’addition de 1mM d’AS à la solution saline d’arrosage (300 et 600 meq.l-1) a baissée l’accumulation de la proline dosée au niveau des feuilles en comparaison aux résultats enregistrés sous traitement de NaCl seul ou en présence de 0,5 mM d’AS. Par contre, par rapport aux plantes témoins, la teneur en proline demeure élevée. En effet, les valeurs sont respectivement de 21,62, 23,04 et 16,46 µmoles. g-1 PS (Fig.13). Les résultats statistiques (tableau 13 annexe 6) confirment l’effet significatif (p=0,000) de la teneur en proline par rapport aux feuilles témoins. La proline racinaire sous ces mêmes traitements suit la même tendance que celle des feuilles, les teneurs diminuent comparativement aux autres traitements mais augmentent significativement (p=0,000) vis-à-vis du témoin. La Fig.13 indique des teneurs de 14,80, 17,39 et 11,87 µmoles. g-1 PS respectivement sous 300 et 600 meq.l-1 de NaCl additionnée à 1 mM d’AS et chez le témoin.
45 Chapitre III - réponses des deux espèces d’atriplex à la salinité au stade germination et au cours de leur développement
Nous remarquons que l’accumulation de proline est beaucoup plus importante dans les feuilles que dans les racines aussi bien pour les plantes témoins que celles traitées aux différentes concentrations de sel seul ou en présence de 0,5 ou 1 mM d’AS. L’ajout de 0,5 mM d’AS a induit à une amélioration de la teneur en proline foliaire sous la concentration sel de 300 meq.l-1. L’acide salicylique n’a pas amélioré l’accumulation de la proline dans les racines par rapport aux plantes traitées au sel seul.
3.2- Chez Atriplex canescens (Pursh) Nutt. a- En présence du NaCl seul Le traitement salin à base de NaCl provoque une augmentation significative de la teneur en proline dosée au niveau des feuilles d’Atriplex canescens (Pursh) Nutt. qui est proportionnelle à la concentration de la salinité par rapport au témoin (figure 14). Cette accumulation est plus importante sous le milieu le plus concentrée ; en effet, la valeur enregistrée (24,94 µmoles. g-1 PS) est 2 fois plus élevée que celle du témoin (12,33 µmoles. g-1 de PS). À l'inverse des feuilles, les racines accumulent des quantités moins importantes en proline chez les plantes soumises au traitement salin comparativement aux témoins qui produisent des teneurs identiques à celles des feuilles. La teneur moyenne en proline est par contre, plus importante au niveau des plantes traitées à la concentration 300 meq.l-1 (14,60 µmoles. g-1 PS) et qui est d’ailleurs significatif (p = 0,003) par rapport au témoin ; par contre sous 600 meq.l-1 de sel, la quantité de proline enregistrée de 12, 90 µmoles. g-1 PS est proche de celle du témoin 12,18 µmoles. g-1 PS. Le test statistique effectué (tableau 14 annexe 6) indique une différence non significatif (p=0,346) de ce traitement salin par rapport au témoin.
Feuilles Racines 30,00
25,00 PS
-1 20,00
15,00
10,00
Prolineµmole.g 5,00
0,00
Témoin
300 meq l-1 NaCl600 meq l-1 NaCl
600 meq l-1 NaCl+1mM AS 300 meq l-1 NaCl+0,5600 meq mMl-1 NaCl+0,5 AS300 meq mM l-1 AS NaCl+1 mM AS
Traitements
Fig. 14– Variation de la teneur en proline des feuilles et des racines d’Atriplex canescens (Pursh) Nutt. âgées de quatre mois, traitées au NaCl seul ou additionné à l’AS durant une semaine.
46 Chapitre III - réponses des deux espèces d’atriplex à la salinité au stade germination et au cours de leur développement
b- NaCl associé à 0,5 mM d’AS
Les résultats moyens obtenus (figure 14) au niveau des feuilles d’Atriplex canescens (Pursh) Nutt. traitées au sel en présence de 0,5 d’AS montent des teneurs en ce composé plus importantes que celles des plantes stressées uniquement au sel. L’accumulation de proline augmente proportionnellement aux concentrations salines et passe de 19,27 µmoles. g-1 PS sous 300 meq.l-1 à 26,75 µmoles. g-1 PS pour 600 meq.l-1 par rapport aux plantes témoins qui enregistrent 12,33 µmoles. g-1 PS. Le test statistique montre un effet significatif (P=0,000) du traitement salin associé à 0,5 mM d’AS sur l’accumulation de proline dans les feuilles en comparant avec les feuilles témoins. L’ajout de 0,5 mM d’AS, n’a pas amélioré l’accumulation de la proline dans les racines ; ainsi, les teneurs obtenues 14,71 et 14,40 µmoles. g-1 PS respectivement sous 300 et 600 meq.l-1 NaCl sont proches entres elles. Mais, ces teneurs restent élevées en comparaison à la proline enregistrée dans les racines témoins (12,18 µmoles. g-1 PS). L’acide salicylique semble agir significativement sur la proline par rapport aux témoins et aux plantes stressées au NaCl seul (tableau 14 annexe 6).
c- NaCl associé à 1 mM d’AS
Lorsque les plantes sont traitées en additionnant 1mM d’AS à la solution saline NaCl, l’accumulation de proline dans les feuilles baisse légèrement en comparaison aux traitements précédents ; mais demeure quand même relativement et significativement élevée (tableau 14 annexe 6) vis-à-vis des plantes témoins. Les teneurs sont respectivement de 16,37, 22,39 et 12,33 µmoles. g-1 PS sous 300 et 600 meq.l-1 et le témoin (Fig.14). Au niveau des racines, l’AS semble agir sur les quantités accumulées de proline qui sont légèrement plus élevées notamment sous le traitement 300 meq.l-1 de sel, avec une teneur significative (tableau 14 annexe 6) par rapport au témoin (13,91 contre 12,18 µmoles. g-1 PS). Sous 600 meq.l-1, l’augmentation de ce composé n’est pas significative (12,95 µmoles. g-1 PS). L’accumulation de proline dans le système racinaire associé à 1 mM d’AS reste lente par rapport aux autres traitements. L’AS est également sans effet significatif en comparaison aux plantes traitées au sel seul. Il ressort d’après ces résultats que l’Atriplex canescens (Pursh) Nutt. accumule la proline d’une manière identique dans les racines et les feuilles chez les plantes témoins, par contre dès que celles-ci sont en contact du NaCl en présence ou en absence de l’AS la quantité de ce composé aminé augmente. La concentration d’AS (0,5 mM) s’est manifestée par une accumulation importante de proline au niveau des feuilles sous 600 meq.l-1 et des racines sous 300 meq.l-1. Il faut observer que cet acide aminé tend à migrer des racines vers les feuilles en particulier chez les plantes stressées.
47 Chapitre III - réponses des deux espèces d’atriplex à la salinité au stade germination et au cours de leur développement
4- Effet du NaCl et de l’AS sur la teneur en Na+ et K+ des feuilles et des racines 4.1- Variation de la teneur en Na+ Les résultats des teneurs en cations sodium et potassium dosées au niveau des feuilles et racines d’Atriplex halimus L. et Atriplex canescens (Pursh) Nutt. sous la contrainte saline à base du chlorure de sodium en présence ou en absence d’acide salicylique sont affichés dans ces figures.
Chez Atriplex halimus a- En présence du NaCl seul Le contenu foliaire en sodium au niveau des feuilles d’Atriplex halimus L. augmente proportionnellement à la concentration de sel. La figure15 indique que l’accumulation de ce paramètre a doublée dans ces organes traités. La teneur passe de 700,72 µmoles. g-1 PS à 1217,49 µmoles. g-1 de PS sous 300 meq-1 et à 1520,53 µmoles. g-1 PS avec 600 meq.l-1 de sel. L’absorption en sodium est plus considérable avec le traitement le plus concentré. L’analyse statistique du test post-hoc avec la comparaison LSD de Fisher (P=5%) montre un effet significatif du traitement du sel sur l’accumulation du Na+ en comparant avec les feuilles témoins (tableau 15 annexe 6). Les valeurs enregistrées au niveau des racines tendent aussi à une élévation significative sous stress salin en comparaison au témoin. Néanmoins, l’accumulation du Na+ varie très peu en allant des plantes stressées sous 300 meq.l-1 (198,91 µmoles. g-1 PS) vers celles sous 600 meq.l-1 (218,69 µmoles. g-1 PS). La teneur des racines témoins est de 118,58 µmoles. g-1 PS.
Feuilles Racines
1800,00 1600,00 1400,00
PS) 1200,00 -1 -1 1000,00
800,00 (µmole.g
+ + 600,00
NA 400,00 200,00 0,00
Témoin
300 meq l-1 NaCl600 meq l-1 NaCl
600 meq l-1 NaCl+1mM AS 300 meq l-1 NaCl+0,5600 meq mMl-1 NaCl+0,5 AS300 meq mM l-1 AS NaCl+1 mM AS
Traitements Fig. 15 - Variation de la teneur en Na+ des feuilles et des racines des plantes d’Atriplex halimus L. âgées de quatre mois, traitées au NaCl seul ou additionné à l’AS durant une semaine.
48 Chapitre III - réponses des deux espèces d’atriplex à la salinité au stade germination et au cours de leur développement
b- NaCl associé à 0,5 mM d’AS L’enrichissement du milieu salin avec 0,5 mM d’AS a brusquement chuté la production du Na+ dans les feuilles en comparaison avec celles traitées sous le sel uniquement; mais demeure élevée par rapport à celles des feuilles témoins. Les teneurs obtenues augmentent avec la concentration du sel, ils sont de 990,76 µmoles. g-1 PS sous 300 meq.l-1 et de 1193,53 µmoles. g-1 PS sous 600 meq.l-1 contre 700,72 µmoles. g-1PS, teneur accumulé au niveau des témoins. L’étude statistique effectuée (tableau 15 annexe 6) affiche un effet significatif de la présence de l’AS à 0,5 mM associé à 300 meq.l-1 et 600 meq.l-1 de sel sur l’accumulation de ce cation dans les feuilles par rapport aux plantes témoins et celles traitées uniquement à NaCl. Les racines semblent également suivre la même tendance que les feuilles en ce qui concerne l’accumulation de cet ion (Fig.15). En effet, l’ajout de 0,5 mM d’AS dans le milieu salin 300 meq.l-1 a provoqué une diminution de sodium par rapport au milieu qui ne contient pas d’AS, néanmoins en comparaison à la teneur des racines témoins affichant 118,58 µmoles. g-1 PS, la quantité de cet ion a significativement augmenté à 168,72 µmoles. g-1 PS. Par contre sous 600 meq.l-1, le Na+ accumulé n’a pas changé, il est 200,34 µmoles. g-1 PS par rapport à la teneur obtenue sous le stress salin seul ; laquelle a augmenté par rapport aux racines témoins (118,58 µmoles. g-1 PS).
c- NaCl associé à 1 mM d’AS
Lorsque les plantes sont traitées avec NaCl additionné à 1 mM d’AS, le contenu du Na+ au niveau des feuilles a également augmenté significativement (tableau 15 annexe 6) avec l’accroissement des doses de sel par rapport au témoin. Les teneurs enregistrées sont de 1324,44 et 1400,58 µmoles. g-1 PS respectivement pour 300 et 600 meq.l-1 de sel contre 700,72 µmoles. g-1 PS chez les plantes témoins (Fig. 15). Les teneurs notés sont plus élevées que celles obtenues sous les traitements avec l’association et celles des plantes stressées à 300 meq.l-1 NaCl. L’AS associé à 600 meq.l-1 a par contre induit une diminution significative du Na+ dans les racines par rapport aux plantes traitées uniquement à 600 meq.l-1 NaCl (tableau 15 annexe 6). L’ajout de 1 mM d’AS a également agit en diminuant le contenu de l’ion sodium dans les racines par rapport aux autres traitements effectués surtout pour le cas des plantes stressées aux fortes doses de sel (600 meq.l-1). Néanmoins, les teneurs affichées indiquent que celles-ci sont significativement élevées et sont de 176,76 et 170,02 µmoles. g-1 PS par rapport aux témoins qui montrent une accumulation faible de 118,58 µmoles. g-1 PS (tableau 15 annexe 6, Fig. 15). Les traitements sous stress salin seul ont provoqué une accumulation importante et croissante du sodium en fonction de la concentration du milieu ; d’autre part, l’ajout de l’AS a agi en diminuant les quantités de Na+ aussi bien dans les feuilles que dans les racines ; qui ont fortement baissées sous le traitement de sel de 300 meq.l-1 en présence de
49 Chapitre III - réponses des deux espèces d’atriplex à la salinité au stade germination et au cours de leur développement
0,5 mM d’AS. L’accumulation de ce cation est beaucoup plus importante dans les feuilles que dans les racines.
Chez Atriplex canescens (Pursh) Nutt. Les résultats concernant l’accumulation en Na+ dans les jeunes feuilles et racines des plantes d’Atriplex canescens (Pursh) Nutt. sont consignés dans la Fig. 16
a- En présence de NaCl seul La teneur en Na+ est proportionnelle aux concentrations croissantes de NaCl au niveau des feuilles et marque une augmentation par rapport aux témoins. Les teneurs passent de 221,79 µmoles. g-1 PS sous 300 meq.l-1 à 354,17 µmoles. g-1 sous 600 meq.l-1 PS contre 142,98 µmoles. g-1 de PS pour le témoin. Les teneurs enregistrées dans les racines évoluent également graduellement (175,56 et 203,97 µmoles. g-1 PS) en fonction de la concentration du milieu en comparaison au témoin (126,43 µmoles. g -1 PS). L’analyse statistique tableau 16 annexes 6 révèle chez les plantes stressées au NaCl un résultat significatif de l’accumulation du Na+ dans les feuilles et les racines par rapport aux mêmes organes témoins. La teneur en Na+ est proportionnelle aux concentrations croissantes de NaCl au niveau des feuilles et marque une augmentation par rapport aux feuilles témoins. Les teneurs passent de 221,79 µmoles. g-1 PS sous 300 meq.l-1 à 354,17 µmoles. g-1 sous 600 meq.l-1 PS contre 116,12 µmoles. g-1 de PS pour le témoin. Les teneurs enregistrées dans les racines évoluent également graduellement (175,56 et 203,97 µmoles. g-1 PS) en fonction de la concentration du milieu en comparaison au témoin (126,43 µmoles. g -1 PS).
Feuilles Racines
400,00 350,00
300,00
250,00
200,00
150,00
100,00 NA+ (µmole.NA+g-1 PS) 50,00 0,00
Témoin
300 meq l-1600 NaCl meq l-1 NaCl
600 meq l-1 NaCl+1mM AS 300 meq l-1600 NaCl+0,5 meq l-1 mM NaCl+0,5300 AS meq mMl-1 NaCl+1 AS mM AS
Traitements
Fig. 16- Variation de la teneur en Na+ des feuilles et des racines des plantes d’Atriplex canescens (Pursh) Nutt. âgées de quatre mois, traitées au NaCl seul ou additionné à l’AS durant une semaine.
50 Chapitre III - réponses des deux espèces d’atriplex à la salinité au stade germination et au cours de leur développement
L’analyse statistique (tableau 16 annexe 6) révèle chez les plantes stressées au NaCl un résultat significatif de l’accumulation du Na+ dans les feuilles et les racines par rapport aux mêmes organes témoins.
b- NaCl associé à 0,5 mM d’AS Lorsqu’on ajoute 0,5 mM d’AS aux milieux des solutions salines, l’accumulation foliaire en Na+ baisse brusquement de moitié jusqu’à 124,91 µmoles. g-1 PS sous 300 meq.l-1 en comparaison au même traitement sans AS (221,79 µmoles. g-1 PS). Par contre, par rapport au témoin (116,12 µmoles. g-1 PS), la diminution n’est pas significative (tableau 16 annexe 6). Contrairement au traitement le moins intense, l’AS a agi en augmentant significativement le contenu en Na+ (333,47 µmoles. g-1 PS) des feuilles sous 600 meq.l-1 par rapport aux plantes témoins (124,91 µmoles. g-1 PS) et baisse légèrement en comparaison aux feuilles stressées au NaCl seul. Il est à noter que le test statistique montre une différence significative pour les plantes stressées à 300 meq.l-1 NaCl en présence de 0,5 mM d’AS par rapport à celles traitées à 300 meq.l-1, ce qui mit en évidence l’effet positif de l’AS. L’action de l’AS est sans effet sur les racines, malgré la baisse des teneurs en Na+ observée qui sont de 156,74 et 189,94 µmoles. g-1 PS respectivement sous 300 meq.l-1 et 600 meq.l-1 par rapport aux mêmes traitements salins sans AS. Néanmoins, l’accumulation en Na+ augmente significativement par rapport aux plantes témoins 126,43 µmoles. g-1 PS (tableau16 annexe 6).
c- NaCl associé à 1 mM d’AS La figure 16 indique une élévation des teneurs en Na+ qui passe de 221,42 µmoles. g-1 PS à 314,59 µmoles. g-1 PS sous 300 meq.l-1 et + 600 meq.l-1 en présence de 1 mM d’AS contre 142,98 µmoles. g-1 PS pour les feuilles témoins. L’addition de 1 mM d’AS au traitement salin a induit une accumulation importante de sodium chez les plantes traitées sous 300 meq.l-1 contrairement au traitement précédent avec 0,5 mM d’AS. Par contre par rapport aux plantes traitées uniquement à 300 meq.l-1 NaCl, le contenu en Na+ est identique, il est de 221,79 µmoles. g-1 PS qui se révèle d’ailleurs sans différence significative (tableau 16 annexe 6). De même, sous le stress 600 meq.l-1, l’ajout de 1 mM d’AS est non significatif en comparaison aux plantes traitées sous stress salin seul.
Par ailleurs, il faut noter que les résultats statistiques indiquent une différence significative du traitement salin associé à 1 mM AS sur l’accumulation du Na+ vis à vis des feuilles des plantes témoins (tableau 16 annexe 6).
Au niveau des racines par contre, l’ajout de 1mM d’AS a induit une réduction non significative du Na+ sous le traitement salin à 300 meq.l-1 de NaCl par rapport aux traitements précédents mais demeure élevée (140,44 µmoles. g-1 PS) comparée aux témoins (126,63 µmoles. g-1 PS). Le traitement sous 600 meq.l-1 a au contraire provoqué une augmentation significative du Na+ 237,61 µmoles. g-1 PS par rapport aux racines des plantes témoins (tableau 16 annexe 6).
51 Chapitre III - réponses des deux espèces d’atriplex à la salinité au stade germination et au cours de leur développement
Il est à signaler que l’ajout de 1 mM d’AS à 300 meq.l-1 NaCl a induit à une réduction significative de la teneur en sodium des racines en comparaison aux plantes traitées au sel uniquement.
Il ressort que l’accumulation du Na+ reste plus élevée dans les feuilles et les racines traitées par rapport aux témoins ; sauf pour le cas des feuilles stressées sous 300 meq.l-1 de sel en présence de 0,5 mM d’AS qui indique une teneur plus faible que celle du témoin. Dans l’ensemble, ce sont les feuilles qui accumulent plus de sodium Na+ que les racines. Les feuilles traitées à la salinité indiquent des teneurs en Na+ plus importantes que celles des autres traitements. L’AS à 0,5 mM a induit une diminution de ce cation au niveau des feuilles traitées à 300 meq.l-1 de NaCl. Par contre, l’ajout de 1mM d’AS a plutôt créé une réduction de Na+ dans les racines des plantes soumise à 300 meq.l-1 de sel.
4.2- Variation de la teneur potassium (K+) Chez Atriplex halimus L. La figure 17 affiche les teneurs en potassium accumulées dans les feuilles et racines des plantes d’Atriplex halimus L. sous les différents traitements.
a- En présence de NaCl seul Le stress salin provoque une diminution des teneurs en K+ dans les feuilles de cette espèce au fur et à mesure que la concentration du milieu salin augmente. L’accumulation enregistrée dans les feuilles témoins de 1414,38 µmoles. g-1 PS, passent à 1138,67 et à 980,30 µmoles. g-1 PS sous 300 et 600 meq.l-1 de sel.
Feuilles Racines
2500,00
) 2000,00
PS -1 1500,00
1000,00
(µmole.g
+ + K 500,00
0,00
Témoin
300 meq l-1 NaCl600 meq l-1 NaCl
600 meq l-1 NaCl+1mM AS 300 meq l-1 600NaCl+0,5 meq l-1 mM NaCl+0,5 300AS meq mM l-1 NaCl+1AS mM AS Traitements
Fig.17- Variation de la teneur en K+ des feuilles et des racines des plantes d’Atriplex halimus L. âgées de quatre mois, traitées au NaCl seul ou additionné à l’AS durant une semaine.
52 Chapitre III - réponses des deux espèces d’atriplex à la salinité au stade germination et au cours de leur développement
Il en est de même pour les racines qui indiquent des teneurs en K+ qui baissent chez les plantes stressées comparativement aux racines des plantes témoins (506,93, 401,55µmoles. g-1 PS pour 624,07 µmoles. g-1 PS). L’étude statistique révèle que la salinité à base du NaCl a significativement baissée le K+ aussi bien dans les feuilles que dans les racines par rapport aux mêmes organes des plantes témoins. Notons néanmoins que pour les racines stressées sous 300 meq.l-1 de sel, la diminution est sans effet significatif (tableau 17 annexe 6).
b- NaCl associé à 0,5 mM d’AS L’application d’AS à 0,5 mM dans la solution saline a provoqué une augmentation significative (tableau 17 annexe 6) de cet ion dans les feuilles par rapport aux traitements sans AS et aux plantes témoins. Le K+ est très élevé sous 300 meq.l-1 NaCl ; en effet, la teneur enregistrée est de 1994,87 µmoles. g-1 PS. Celle-ci baisse sensiblement à 1821,05 µmoles. g-1 PS dans les feuilles des plantes soumises à 600 meq.l-1 de NaCl. Les feuilles des plantes témoins, montrent une accumulation faible avec 1414,38 µmoles. g-1 PS (Fig. 17). Cette concentration d’AS a également induit une élévation de l’accumulation du K+ en fonction de la salinité du milieu et comparativement au traitement salin seul ; mais contrairement aux feuilles, le traitement 0,5 mM AS a diminué la teneur en K+ sous 300 meq.l-1 à 569,85 µmoles. g-1 PS contre 624,07 µmoles. g-1 PS chez les racines des plantes témoins. Sous 600 meq.l-1, la teneur a sensiblement augmenté à 646,06 µmoles. g-1 PS (Fig.17). Les résultats de l’étude statistique montrent que l’apport de 0,5 mM d’AS n’a aucun effet significatif sur les racines sous les deux traitements en sel (tableau 17 annexe 6).
c- NaCl associé à 1 mM d’AS La lecture du (tableau 17 annexe 6) permis de noter que l’addition de 1 mM d’AS aux solutions de NaCl a un effet significatif sur les feuilles comparativement aux plantes témoins et à celles traitées uniquement au NaCl. L’association de cette concentration d’AS a plutôt créé une accumulation importante de K+ 2051,09 µmoles. g-1 PS) sous 300 meq.l-1 de sel (Fig.17); alors que sous 600 meq.l-1 la teneur a chuté à 1640,17 µmoles. g-1 PS par rapport aux feuilles des plantes témoins qui ont enregistré 1414,38 µmoles. g-1 PS.
Au niveau des racines, la teneur du K+ a également progressée très lentement en comparaison aux traitements salins en présence de 0,5 mM d’AS; mais semble élevée par rapport aux plantes témoins et celles stressées au sel sans AS. Les teneurs en K+ produites sous 1mM d’AS associé à 300 et 600 meq.l-1 NaCl sont de 533,02 et 553,37 µmoles. g-1 PS contre 624,07 µmoles. g-1 PS chez les racines des plantes témoins (Fig. 17). L’AS associé à 600 meq.l-1 NaCl a significativement favorisé l’accumulation du K+ dans les racines par rapport aux plantes qui ont subies uniquement la même concentration de NaCl (tableau 17 annexe 6).
53 Chapitre III - réponses des deux espèces d’atriplex à la salinité au stade germination et au cours de leur développement
Le traitement statistique effectué a montré que l’ajout de 1 mM d’AS au stress salin n’a pas un effet significatif sur l’accumulation du K+ en comparaison aux racines des plantes témoins (tableau 17 annexe 6).
L’étude de ce paramètre a fait ressortir que l’accumulation du K+ est nettement plus considérable dans les feuilles que dans les racines d’Atriplex halimus aussi bien chez les plantes témoins que celles stressées aux différents traitements avec ou sans AS ; en effet, la teneur en K+ est deux fois à trois fois plus importante. L’AS a agi en augmentant les teneurs de ce cation dans les feuilles et les racines. Il a induit une forte accumulation du K+ sous 300 meq.l-1 NaCl + 1mM d’AS pour les feuilles et sous 600 meq.l-1 NaCl + 0,5 mM d’AS au niveau des racines.
Chez Atriplex canescens (Pursh) Nutt. La variation de l’accumulation du K+ dans les jeunes feuilles et racines d’Atriplex canescens (Pursh) Nutt. âgées de 4 mois du semis est affichée sur la figure 18.
a- En présence du NaCl seul La lecture de la figure montre que les concentrations croissantes de NaCl ont provoqué une diminution progressive de l’accumulation du potassium dans les feuilles stressées par rapport à celles des plantes témoins. Les teneurs enregistrées chutent significativement de 2057,89 à 1888,06 µmoles. g-1 PS sous 300 et 600 meq.l-1 NaCl contre 2637,97 µmoles. g-1 PS chez les plantes témoins (tableau 18 annexe 6). Dans les racines, la chute du K+ se produit également sous le stress salin. Les teneurs sont respectivement de 300,78 µmoles. g-1 PS et 271,11 µmoles. g-1PS sous 300 et 600 meq.l-1 NaCl contre 353,98 µmoles. g-1 PS.
Feuilles Racines
3500,00
3000,00 PS)
-1 -1 2500,00
2000,00
1500,00
(µmole.g +
K 1000,00
500,00
0,00
Témoin
300 meq l-1 600NaCl meq l-1 NaCl
600 meq l-1 NaCl+1mM AS 300 meq l-1 600NaCl+0,5 meq l-1 mM NaCl+0,5 300AS meq mM l-1 NaCl+1AS mM AS
Traitements
Fig.18- Variation de la teneur en K+ des feuilles et des racines d’Atriplex canescens (Pursh) Nutt. âgées de quatre mois, traitées au NaCl seul ou additionné à l’AS durant une semaine.
54 Chapitre III - réponses des deux espèces d’atriplex à la salinité au stade germination et au cours de leur développement
Les résultats statistiques indiquent par ailleurs que la baisse des teneurs en K+ accumulées dans les racines stressées sous 300 meq.l-1 de sel est sans effet significatif ; contrairement au traitement sous 600 meq.l-1, qui montre une différence significative en comparaison aux mêmes organes témoins (tableau 18 annexe 6).
b- NaCl associé à 0,5 mM d’AS
L’apport de 0,5 mM d’AS aux solutions salines provoque une augmentation du K+ dans les feuilles d’Atriplex canescens (Pursh) Nutt. par rapport aux plantes traitées avec le NaCl seul et aux feuilles témoins. L’accumulation du K+ évolue de la même manière que le traitement au NaCl seul. La teneur en K+ la plus élevée de 2986,57 µmoles. g-1 PS est indiqué pour les plantes traitées sous 300 meq.l-1 ; alors que sous 600 meq.l-1, la teneur chute à 2550,24 µmoles. g-1 PS comparativement aux feuilles des plantes témoins qui égale à 2637,97 µmoles. g-1 PS (Fig.18). L’analyse statistique à l’aide du test post hoc (LSD avec p =5%) indique un effet significatif du traitement de sel 300 meq.l-1 en présence de 0,5 mM d’AS des feuilles par rapport au témoin. En outre, le stress avec 600 meq.l-1 associé à 0,5 mM ne révèle aucun effet significatif (tableau 18, annexe 6). L’accumulation du K+ dans les racines, suit la même tendance que celle des feuilles. Les teneurs augmentent par rapport aux traitements précédents et aux témoins mais diminue progressivement en fonction de la concentration du sel. Ce sont également les racines des plantes stressés à basse salinité qui ont accumulées plus de K+ (392,86 µmoles. g-1 de PS) que celles traitées à la salinité élevé (371,37 µmoles. g-1 PS). Les racines des plantes témoins indiquent une teneur de 353,98 µmoles. g-1 PS. Le test statistique n’indique aucune différence significative de l’apport de 0,5 mM d’AS sur la teneur en K+ dans les racines stressées sous 300 et 600 meq.l-1 en comparant aux plantes témoin (tableau 18, annexe 6). Il est à noter que l’ajout de 0,5 mM d’AS aux traitements salin a induit une élévation significative de la teneur en K+ des feuilles et des racines sous les traitements 300 et 600 meq.l-1 NaCl.
c-NaCl associé à 1 mM d’AS
Sous le milieu salin additionné de 1 mM d’AS; les teneurs en K+ dans les feuilles chutent par rapport aux plantes stressées à base du NaCl associés à 0,5 mM d’AS et aux témoins (Fig.18). Les teneurs produites sont sensiblement identiques vis-à-vis de la concentration du sel, ils sont de 2207,07 et 2152,52 µmoles. g-1 PS respectivement sous 300 et 600 meq.l-1 contre 2637,97 µmoles. g-1 PS pour les témoins. L’AS a également permis une élévation de la teneur en K+ dans les feuilles mais reste sans effet significative comparativement aux plantes stressées uniquement au NACl. Le test statistique révèle des différences significatives pour les teneurs en K+ dans les feuilles traitées à 1 mM d’AS associé aux deux concentrations de NaCl comparativement aux plantes témoins (tableau 18, annexe 6).
55 Chapitre III - réponses des deux espèces d’atriplex à la salinité au stade germination et au cours de leur développement
L’accumulation du K+ enregistré dans les racines baisse significativement sous le milieu le plus concentrée 600 meq.l-1 à 265,48 µmoles. g-1 PS alors que sous 300 meq.l-1, la diminution n’est pas significative (289,02 µmoles. g-1 PS) par rapport aux racines des plantes témoins (353,98 µmoles. g-1 PS).
La concentration élevée d’AS a au contraire agit en diminuant l’accumulation du K+ dans les racines et a permis d’enregistrer des valeurs plus faible que celles des plantes témoins et les autres traitements.
Il est a noté que la production en K+ est également très élevée au niveau des feuilles que celles des racines chez les plantes témoins et celles traitées. L’ajout de l’AS a provoqué une chute de cet ion par rapport aux témoins et une élévation vis avis des plantes stressées uniquement au sel. Les plantes traitées sous 300 meq.l-1 NaCl + 0,5 mM d’AS indiquent une forte augmentation du K+ aussi bien dans les feuilles que les racines. Notons néanmoins que les feuilles accumulent des teneurs plus importantes qui sont 6 à 7,5 fois élevées que celles enregistrées pour les racines traitées ou témoins.
4.3- Variation du ratio Na+/K+ Chez Atriplex halimus L. Les résultats des ratios obtenus pour les deux organes feuilles et racines sont représentés dans la figure 19.
a- En présence du NaCl seul L’examen des valeurs montre que le ratio Na+/K+ de l’Atriplex halimus L. évolue dans le sens de la concentration de la solution saline pour les deux organes étudiés ; les feuilles présentent des ratios élevés que les racines.
Feuilles Racines 1,80 1,60
1,40 +
/K 1,20 + 1,00 0,80 0,60 RatioNa 0,40 0,20 0,00
Témoin
300 meq l-1 600NaCl meq l-1 NaCl
600 meq l-1 NaCl+1mM AS 300 meq l-1 600NaCl+0,5 meq l-1 mM NaCl+0,5300 AS meq mM l-1 NaCl+1AS mM AS
Traitements Fig. 19- Variations du ratio Na+/K+ des feuilles et des racines d’Atriplex halimus L. âgées de quatre mois, traitées au NaCl seul ou additionné à l’AS durant une semaine.
56 Chapitre III - réponses des deux espèces d’atriplex à la salinité au stade germination et au cours de leur développement
Les ratios enregistrés au niveau des feuilles sont 1,07 et 1,56 respectivement pour les traitements 300 et 600 meq.l-1 de NaCl contre 0,5 chez les plantes témoins. Au niveau des racines, les ratios sont plus faibles, ils sont de 0,41 sous 300 meq.l-1 et 0,62 sous 600 meq.l-1 contre 0,19 chez les plantes témoins. Sous 600 meq.l-1 de NaCl, ces rapports s’élèvent trois fois et cinq plus dans les feuilles (1,56 pour 0,50) et les racines (0,62 pour 0,19). L’analyse statistique indique une différence significative du traitement au NaCl sur les ratios des feuilles et des racines par rapport aux plantes témoins (tableau 19 annexe 6).
c- NaCl associé à 0,5 mM d’AS En présence de l’AS à raison de 0,5 mM, le ratio des feuilles augmente en fonction de la concentration du milieu de la salinité, néanmoins d’après l’étude statistique, le ratio obtenu sous 300 meq.l-1 de NaCl (0,50) n’est pas significatif, il est identique à celui du témoin, contrairement au ratio enregistré sous 600 meq.l-1 (0, 66) qui est significativement plus élevé par rapport aux feuilles témoins (tableau 19 annexe 6 et Fig. 19). L’application de 0,5 mM d’AS associé aux deux concentrations NaCl a provoqué une diminution du ratio des feuilles par rapport aux plantes traitées uniquement sous 300 et 600 meq.l-1 de sel. Chez les racines, le ratio diminue de 0,36 à 0, 31 sous le traitement NaCl associé à 0,5 mM d’AS appliqué en fonction de la concentration croissante du milieu et comparativement aux traitements salins seuls (Fig. 19). En outre, ces ratios sont élevés par rapport aux racines des plantes témoins (0,19). Les résultats statistiques indiquent un effet significatif du traitement salin 300 meq.l-1 en présence de 0,5 mM d’AS sur les ratios des racines, contrairement à celui obtenu sous 600 meq.l-, en comparaison aux mêmes organes témoins (tableau 19 annexe 6). Néanmoins, ce dernier traitement semble induire une baisse significative du K+ dans les racines par rapport aux plantes traitées à 600 meq.l-1 sans AS.
c- NaCl associé à 1 mM d’AS Également, lorsque l’AS à sa concentration élevée (1mM) est ajouté aux milieux salins appliqués avec ses deux intensités, les ratios des feuilles augmentent progressivement et d’une manière significative comme le montre les résultats de l’analyse statistique (tableau 19 annexe 6). Les valeurs passent de 0,65 à 0,86 contre 0,50 ; respectivement sous 300 et 600 meq.l-1. et chez le témoin. Les rations enregistrées sont plus faibles que ceux des feuilles des plantes ayant été stressées uniquement au NaCl mais plus élevées de celles des plantes témoins et celles traitées à 0,5 mM d’AS. Le test statistique indique d’ailleurs une différence significative de ce traitement sur le ratio des racines comparativement aux plantes stressées uniquement au NaCl. Chez les racines les variations du ratio Na+/k+ ne sont pas importantes et sont identiques à ceux du traitement avec 0,5 mM d’AS, ils suivent d’ailleurs la même allure, ils chutent significativement de 0,34 à 0,31 sous les concentrations 300 et 600 meq.l-1 de sel contre 0,19 chez le témoin (tableau 19 annexe 6, Fig. 19). Ces ratios sont très bas par
57 Chapitre III - réponses des deux espèces d’atriplex à la salinité au stade germination et au cours de leur développement
rapport à ceux des plantes stressées à la salinité seule. D’ailleurs, le traitement sous 600 meq.l-1 NaCl + 1 mM AS a un effet significatif en comparaison avec le ratio des plantes traitées à 600 meq.l-1 sans AS. Les ratios des racines sont plus faibles que ceux des feuilles pour l’ensemble des traitements. La salinité a provoqué une hausse des ratios des feuilles et des racines ; par contre, l’AS a agi en diminuant les rapports au niveau des deux organes. Néanmoins, c’est la concentration la plus faible (0,5 mM AS) associée à 300 meq.l-1 NaCl qui a permis d’obtenir le ratio le plus faible chez les feuilles. Alors qu’au niveau des racines, il semble que les deux concentrations d’AS agissent de la même manière essentiellement sous la forte salinité du milieu.
Chez Atriplex canescens (Pursh) Nutt. La figure 20 indique les résultats des ratios enregistrés chez les feuilles et racines de l’Atriplex canescens (Pursh) Nutt.
a- En présence du NaCl seul Les feuilles traitées au chlorure de sodium présentent un ratio qui augmente progressivement de 0,11 à 0,19 sous les milieux 300 et 600 meq.l-1; il est deux à quatre fois plus élevé que celui du témoin (0,05). De même, chez les racines, le ratio s’élève mais lentement en fonction des concentrations de sel ; il passe de 0,59 sous 300 meq.l-1 à 0,78 600 meq.l-1 contre 0,36 chez les plantes témoins. L’analyse statistique indique une différence significative du ratio chez les deux organes stressés au NaCl par rapport aux témoins arrosés avec la solution nutritive (tableau 20 annexe 6).
Feuilles Racines 1,20
1,00
+ 0,80
/K + 0,60
0,40 RatioNA 0,20
0,00
Témoin
300 meq l-1 600NaCl meq l-1 NaCl
600 meq l-1 NaCl+1mM AS 300 meq l-1 600NaCl+0,5 meq l-1 mM NaCl+0,5 300AS meq mM l-1 NaCl+1AS mM AS
Traitements
Fig. 20- Variations du ratio Na+/K+ des feuilles et des racines d’Atriplex canescens (Pursh) Nutt. âgées de quatre mois, traitées au NaCl seul ou additionné à l’AS durant une semaine.
58 Chapitre III - réponses des deux espèces d’atriplex à la salinité au stade germination et au cours de leur développement
b- NaCl associé à 0,5 mM d’AS Sous ce traitement associé, le ratio des feuilles a également évolué en fonction de la concentration en sel du milieu mais restent faibles par rapport aux feuilles témoins (Fig. 20). Les plantes traitées sous 300 meq.l-1 présentent un ratio le plus faible (0,04), il est proche de celui du témoin (0,05); ce ratio double sous la concentration saline la plus élevée à (0,13). Ces valeurs sont faibles en comparaison avec celles des plantes traitées uniquement au NaCl ; en effet, l’ajout de l’AS a provoqué une baisse significative des ratios. Le test statistique révèle que le traitement sous 300 meq.l-1 de sel en présence de 0,5 mM AS n’a aucun significatif sur le ratio des feuilles, contrairement au stress avec 600 meq.l-1 en comparaison aux mêmes organes témoins. Les ratios enregistrés au niveau des racines sont élevés par rapport aux témoins. Ces rapports sont de 0,41, 0,54 contre 0,36 respectivement sous 300 et 600 meq.l-1 de NaCl associé à 0,5 mM d’AS et le témoin. En outre, l’AS semble diminuer les ratios des racines des plantes sous les deux milieux salins par rapport aux plantes ayant subies le traitement NaCl seul ; néanmoins c’est uniquement le stress associé à 600 meq.l-1 qui montre une différence significative (tableau 20 annexe 6).
Les analyses statistiques montrent un effet non significatif de l’association de 0,5 mM d’AS aux milieux salins sur les ratios des racines par rapport aux plantes témoins.
c- NaCl associé à 1 mM d’AS
Chez les feuilles, les ratios obtenus augmentent en fonction de la concentration du milieu salin associé à 1mM d’AS et sont 2 à 3 fois plus élevés par rapport aux plantes témoins (Fig. 20). Cependant, les ratios sont sensiblement bas comparativement aux plantes traitées au NaCl uniquement. L’AS a induit donc une baisse du ratio essentiellement chez les feuilles traitées à 600 meq.l- NaCl (tableau 20 annexe 6). Les ratios évoluent de 0,10 sous le traitement 300 meq.l-1 vers 0,15 sous 600 meq.l- NaCl combiné à 1mM d’AS, contre (0,05) pour les feuilles des plantes témoins.
Le test statistique (tableau 20 annexe 6) montre une différence significative des ratios enregistrés dans les feuilles des plantes stressées aux NaCl + 1mM d’AS par rapport à celles des plantes témoins.
Dans les racines, l’apport de 1 mM d’AS a permis une augmentation des ratios qui passent de 0,50 à 0,91 en fonction de l’évolution de la salinité du milieu ; cependant, ces ratios sont très élevés comparativement aux plantes témoins (0,33) et même par rapport aux traitements précédents avec ou sans AS. Cette concentration d’AS ne semble pas efficace sur les racines.
59 Chapitre III - réponses des deux espèces d’atriplex à la salinité au stade germination et au cours de leur développement
Le test statistique (tableau 20 annexe 6) rapporte une différence non significative du ratio des plantes sous la salinité 300 meq. l-1 contrairement à celui obtenu sous 600 meq.l-1 qui est significative, en comparaison au ratio des plantes témoins.
Les ratios obtenus sont très faibles chez les feuilles en comparaison à ceux des racines qui sont très élevés aussi bien dans les conditions normales que celles stressées. Le traitement salin a induit à une élévation des ratios surtout au niveau des feuilles. La présence de l’AS à faible dose (0,5 mM) associé à 300 meq.l-1 de NaCl a permis d’obtenir des ratios bas chez les deux organes, qui sont très proches de ceux des témoins.
60 Discussion et conclusion générales
DISCUSSION ET CONCLUSION GENERALES
La première partie de ce chapitre traite de la réponse germinative des graines des deux espèces d’atriplex sous traitement à l’acide salicylique (AS) en absence ou en présence de NaCl à travers le taux de germination final (TGF) et la valeur germinative (VG). L’AS joue un rôle important dans la tolérance des plantes au stress abiotique en augmentant leur résistance à la salinité comme il peut aider à l'amélioration de la germination en neutralisant l'excès des radicaux d’oxygène (Ben Amor et al., 2005). En outre, d’après plusieurs auteurs, Rajjou et al., (2006), Ozdener et Kutbay (2008) et Singh et al., (2010), la concentration de l’AS appliquée constitue un facteur déterminant dans l’amélioration de la germination des graines. En revanche, très peu d'informations sont disponibles sur l'effet de cet acide sur la germination de graines sous stress salin. Nous avons d’abord effectué une étude préliminaire en testant des concentrations croissantes allant de 0.25,0.50, 0.75 et 1 mM d’AS pour déterminer les concentrations optimales d’AS pour retenir expérimentalement dans la suite de nos travaux, 0,5 mM et 1mM additionnée ou non au NaCl à deux concentrations (300 et 600 mM). Les deux paramètres étudiés, TGF et VG sont améliorés sous l’effet de 0,5 mM d’AS pour les graines d’Atriplex halimus L., (76,67% et 47,37) ce qui corrobore avec les travaux de Ozdener et Kutbay, (2008) sur les graines d’une halophyte Spergularia marina. En revanche pour les graines d’Atriplex canescens (Pursh) Nutt., le meilleur TGF (95%) et la plus grande VG (82,97) sont respectivement obtenus avec les concentrations de 1 mM et de 0,75 mM d’AS. Par ailleurs, des fluctuations dans le taux de germination sont observées sous les deux autres concentrations. D’ailleurs, de nombreux travaux ont rapporté une variabilité des concentrations d’AS en fonction des espèces. Rajjou et al., (2006) puis Liopa-Tsakalidi et al., (2012), ont rapporté que chez les graines d’Arabidopsis et de Stevia rebaudiana les concentrations d’AS inférieures à 1 mM sont sans effet sur les deux paramètres. Pour Liopa-Tsakalidi et al., (2012) les fortes concentrations d’AS (5 et 10 mM) réduisent voire inhibent la germination des graines de Stevia rebaudiana. Les résultats, se rapportant au traitement au NaCl, révèlent que les graines d’Atriplex canescens (Pursh) Nutt., semblent être plus tolérantes à la salinité que celles de l’Atriplex halimus L. car chez cette dernière le TGF et la VG ont nettement régressé sous les deux concentrations de NaCl. La germination maximale est enregistrée avec l’eau distillée et sous la concentration 300 meq.l-1. Le taux de germination des graines d’Atriplex halimus L. soumises à 600 meq.l-1 NaCl a connu une chute brutale de 78,12% par rapport au témoin. Ce qui concorde avec plusieurs travaux qui ont rapporté que la germination est soit fortement baissée ou totalement inhibée sous les fortes concentrations saline (Belkhodja et Bidai, 2004; Ozdener et Kutbay, 2008 ; Bouda et Haddioui, 2011). Dans notre cas, la forte salinité n’a pas totalement inhibé la germination des graines, ce qui s’oppose aux résultats de Mâaleem et Rahmoune (2009). D’ailleurs, les données de la littérature indiquent que la germination des graines de la plupart des halophytes est optimale dans l’eau distillée et réduite sous salinité modérée (250 mM) tandis qu’elle est inhibée avec l’accroissement de la salinité (Lee et al., 2010). Ces réductions peuvent être dues à la création d’un potentiel osmotique externe qui empêche l'absorption d'eau par les
61 Discussion et conclusion générales graines et/ou à des effets toxiques des ions sodium et chlorure accumulés dans l’embryon au moment de la germination. En fait, le stress salin affecte le métabolisme de l'embryon des graines et induit des perturbations dans les processus impliqués dans la mobilisation des réserves de l'endosperme (Khajeh-hossini et Powell, 2003) ; l’excès de Na+ peut conduire dans le cas extrême à la mort de l’embryon. L’effet combiné de l’AS et de NaCl est fonction de l’espèce et des concentrations appliquées. L’AS a induit une amélioration de la germination et de la valeur germinative sous 0,5 mM associé à 600 meq.l-1 NaCl pour Atriplex halimus L. et sous 1 mM d’AS additionné à 300 meq.l-1 NaCl pour Atriplex canescens (Pursh) Nutt. Des travaux ont signalé que l’application de l’AS dans un milieu salin améliore nettement la germination des graines (El Tayeb, 2005; Torabian, 2010; Motamedi et al., 2013) notamment chez les graines de Sprigula Marina prétraitées de 0,5 mM d’AS et stressées à 50 mM de NaCl (Ozdener et Kutbay, 2008) et celles de Sorghum bicolor L. traitées à 0,36 mM d’AS dans 200 mM de NaCl (Nimir et al., 2015). Ces résultats peuvent s’expliquer par la capacité des graines d’espèces halophiles à tolérer le sel et à réduire les espèces réactives de l'oxygène (ERO) toxiques grâce à leur système antioxydant qui peuvent éliminer les effets inhibiteurs de la salinité élevée (Reginato et al., 2014). En outre, Rajjou et al., (2006), Horvath et al., (2007), Lee et al., (2010) ont noté que le prétraitement de diverses espèces de plantes avec de faibles concentrations d’AS améliore la tolérance envers la plupart des types de stress abiotiques en raison de l’amélioration de la capacité antioxydante. Ces observations correspondent aux résultats notés chez Atriplex halimus L. indiquant que la faible concentration d’AS, a permis d’éliminer les effets inhibiteurs de la salinité élevée (0, 5 mM AS+ 600 meq.l-1 NaCl). La deuxième partie se focalise sur le comportement des deux espèces d’atriplex âgées de 120 jours et stressées durant huit jours à 300 et 600 mM de NaCl additionnées ou non de 0,5 et de 1 mM d’AS. Nos résultats révèlent que les deux espèces répondent par une diminution significative de la teneur en eau foliaire sous les traitements NaCl croissants seul ou associés à l’AS par rapport aux plantes témoins. Le traitement à 1 mM d’AS+600 meq.l-1 NaCl crée une augmentation significative de la teneur en eau des feuilles des plantes d’Atriplex canescens (Pursh) Nut par rapport aux plantes témoins. Néanmoins, l’application de l’AS a provoqué une amélioration de ce paramètre, comparé aux plantes stressées au NaCl. Le traitement 1 mM d’AS+300 meq.l-1 NaCl a également amélioré la prise en eau des feuilles de l’Atriplex halimus L. comparé à celle traitée au NaCl seul. La teneur relative en eau (TRE) des feuilles est un bon indicateur de l’état hydrique et de la tolérance au stress. Nos résultats montrent que la TRE des deux espèces est fortement influencée par la salinité. En effet, le stress salin, appliqué seul ou associé à l’AS aux deux concentrations, ralentit significativement ces échanges en eau. L’apport de l’AS n’a pas amélioré la rétention en eau des feuilles, excepté le traitement à faible concentration d’AS (0,5 mM) associé à 600 meq.l-1 NaCl qui a induit une augmentation de l’hydratation des tissus des feuilles d’Atriplex canescens (Pursh) Nutt. Les deux espèces ne montrent d’ailleurs pas une grande variation dans leur TRE, ce qui indique leur tolérance à la salinité est liée vraisemblablement à l’intervention de l’ajustement osmotique (Meloni et al., 2004). Atriplex canescens (Pursh) Nutt., semble maintenir son absorption et sa turgescence foliaire relativement élevée. Il est admis que le stress salin induit des changements au niveau du statut hydrique de la plante (Hasegawa et
62 Discussion et conclusion générales al., 2000), en réduisant le contenu relatif foliaire en eau (Albouchi et al.,2003), en diminuant l’absorption hydrique par les racines (Snoussi et al., 2004) et la transpiration (Rengasamy, 2006). La TRE est liée à l'absorption d'eau par les racines et la perte d'eau par transpiration (Anjum et al., 2011). La majorité des auteurs rapportent que ce paramètre diminue d’une manière significative chez certaines halophytes telles que Atriplex halimus et Plantago maritima, stressées sous des concentrations variant de 50 à 550 mM de NaCl (Ben Amor et al., 2005; Nemat Alla et al., 2012 ; Sleimi et al.,2015). Cette diminution peut être due soit aux potentialités en eau réduites dans les racines pouvant déclencher un signal aux feuilles (Nedjimi, et Daoud, 2009), soit aux mécanismes d’adaptation pour de nombreuses plantes (Munns, 2002). En revanche, Benzarti et al., (2014) ont montré que les fortes salinités allant jusqu’à 1000 mM NaCl n’affectent pas le statut hydrique de l’Atriplex Portulacoides. La concentration 0,5 mM associée à 600 mM.l-1 NaCl a un effet positif sur la prise d’eau des feuilles de l’Atriplex canescens (Pursh) Nutt., ce qui n’est pas le cas sous l’effet de 1 mM d’AS en présence de 600 mM de NaCl. Ces constatations corroborent avec les travaux de Nazar et al., (2011) sur Vigna radiata signalant que l’application de 0,5 mM d’AS associé à 50 mM NaCl a augmenté les potentiels hydrique et osmotique foliaires. Quoique pour Levent Tuna et al., (2007), des fortes concentrations d’AS (1 ou 2 mM) font toujours élever la TRE des feuilles de Zea mays stressées à 125 mM NaCl. Plusieurs auteurs tels que Fahad et Bano (2012); Bastam et al., (2013); Iqbal et al., (2014); Miura et Tada (2014) ont signalé que l’AS est impliqué dans les réponses aux différentes contraintes abiotiques, y compris le stress salin et dans la régulation des réponses à la sécheresse. Or, la sécheresse et la salinité induisent un stress osmotique, entraînant la perte de turgescence. La baisse de la TRE des feuilles traitées en présence de l’AS par rapport au témoin peut s’expliquer par la fermeture des stomates probablement causée par la génération d'espèces réactives de l'oxygène induite par l’AS (Melotto et al., 2006). Les phytohormones y compris l’AS participent à la régulation des cellules de garde des stomates considérées comme un mécanisme adaptatif et aide les plantes à résister aux infections photogènes et aux conditions environnementales extrêmes (Hara et al., 2012; Miura et Tada, 2014). Il semble que Atriplex canescens (Pursh) Nutt. soit plus tolérante à la salinité élevée que Atriplex halimus L., la première espèce maintienne sa turgescence sous stress. Ceci s’explique probablement par sa stratégie adaptative qui consiste à accumuler de l’eau dans les feuilles, permettant ainsi la dilution des ions contenus dans les parties aériennes. Atriplex halimus L. a manifesté un déficit hydrique de saturation (DHS) plus marqué que l’espèce canescens. Par ailleurs, ce paramètre semble augmenter sensiblement en fonction des concentrations en NaCl, conclusions déjà signalées par Akhtar et al., (2013) sur le blé et la luzerne et Farissi et al., (2013) sur le blé. L’effet combiné des deux paramètres a permis de relever des valeurs élevées par rapport aux témoins, tout en enregistrant des variations selon les concentrations de l’AS appliquées. En effet, le DHS le plus bas est obtenu sous 0,5 mM d’AS associé à 600 meq.l-1 pour les deux espèces. Par ailleurs, les concentrations en NaCl ont permis le développement des deux espèces d’atriplex, ce qui reflète leur nature halophile (Munns et Testeur, 2008; Aslam et al., 2011; Benzarti et al., 2014 ; Sleimi et al., 2015) bien qu’une réduction de la biomasse fraîche et sèche des feuilles soit enregistrée. Des travaux ont signalé que certaines
63 Discussion et conclusion générales halophytes peuvent tolérer des niveaux de salinité extrêmement élevés de 400 à 800 mM de NaCl chez atriplex (Boughalleb et Denden, 2011; Nemat Alla et al., 2012) bien que la croissance optimale des halophytes dicotylédones ait lieu entre 100 et 200 mM (Sleimi et al., 2015). La baisse de la biomasse pourrait être due à la réduction de la fixation du carbone provoquée par de fortes concentrations d'ions dans l'apoplaste conduisant à une modification de l'équilibre de la photosynthèse et de la respiration (Flowers et Colmer, 2008). Concernant le traitement à l’AS, seule la concentration de 0,5 mM combiné à 300 mM de NaCl a permis une amélioration des biomasses fraîche et sèche des feuilles chez les deux espèces, déjà signalé par Gunes et al., (2007) puis Misra et Saxena, (2009) chez le maïs et les lentilles. Au contraire, une réduction de la biomasse est constatée par Jayakannan et al., (2013) chez Arabidopsis. L’effet positif de l’AS chez la majorité des plantes s’observe avec les concentrations optimales 0,1 et 0,5 mM (Hara et al., 2012). Dans de telles conditions, l’AS participe à la régulation des processus physiologiques des plantes et améliore les effets néfastes de la salinité chez plusieurs espèces (Horvàth et al., 2007; Ashraf et al., 2010; Hayat et al., 2010 ; Hao et al., 2011). L’indice de sensibilité relative au sel (ISRS) a augmenté en fonction de la concentration de sel chez les deux espèces. Il faut tout de même noté que les indices les plus bas sont enregistrés chez Atriplex canescens (Pursh) Nutt. Gorai et Neffati (2011) rapportent qu’une salinité allant de 100 à 600 mM de NaCl influe négativement sur les ISRS des racines d’une xéro-halophyte Reaumuria vermiculata. Nos résultats vont dans le même sens que ceux de Leye et al., (2012) qui ont enregistré des valeurs allant de 0,15 sous 200 mM de NaCl à 2,44 sous l’eau de mer pure chez Jatropha. Outre, nos résultats révèlent que les valeurs de ces indices varient en fonction de la présence ou non de l’AS dans le milieu salin. En effet, les valeurs les plus faibles sont observées (0,53 et 1,02) chez Atriplex canescens (Pursh) Nutt et Atriplex halimus L. Les halophytes et quelques glycophytes tolérantes réalisent l’ajustement osmotique en concentrant les sels dans leurs tissus. Une des stratégies d’adaptation consiste à synthétiser des osmoprotecteurs, principalement des composés aminés comme la proline et des sucres pour remplacer l'eau indispensable au métabolisme et augmenter son absorption (Vinocur et Altman., 2005; Tuteja., 2007). L’ajustement osmotique permet aux plantes de maintenir leur croissance au fur et à mesure que leur potentiel hydrique diminue. La proline accumulée chez les deux plantes étudiées est variable selon l’espèce, l’organe et les concentrations de l’AS et du sel. Nos résultats indiquent que la synthèse de la proline est stimulée par la salinité et son accumulation dans les organes feuilles et racines est améliorée par l’AS. Chez Atriplex canescens (Pursh) Nutt., la teneur en proline est répartie d’une manière équilibrée dans les deux organes alors que chez Atriplex halimus L., elle est plus concentrée dans les feuilles. Cette accumulation pourrait être attribuée à plusieurs facteurs tels qu’une diminution de la dégradation de la proline, une augmentation de sa biosynthèse, une réduction de la synthèse des protéines foliaires, une utilisation de la proline ou alors une hydrolyse des protéines (Chen et al., 2001). Selon Ben Rejeb et al., (2012), la concentration intracellulaire de la proline dépend d’une régulation entre sa biosynthèse et sa dégradation. La teneur en proline varie du simple au double chez Atriplex halimus L. et Atriplex canescens (Pursh) Nutt. sous 600 meq.l-1 NaCl par rapport au témoin. Généralement le
64 Discussion et conclusion générales stress salin conduit à une accumulation de proline relativement élevée (Trovato et al., 2008). Ce qui peut s’expliquer probablement par l’inhibition de l’expression de ProDH chez les plantes en déficit hydrique mais, qui peut être induite après réhydratation (Servet et al., 2012). Nemat Alla et al., (2012) rapportent que l’accumulation de proline est limitée sous la forte concentration en NaCl (550 mM) chez l’Atriplex halimus. L'augmentation de la teneur en proline chez les halophytes stressées sous NaCl peut aider les plantes à faire face aux effets osmotiques de la salinité et son accumulation croissante peut indiquer son utilisation efficace pour protéger les protéines au cours de la période du stress (Yildiztugay et al., 2011). D’après Nemat Alla et al., (2012) l’accumulation des sucres et de la proline rétablit l'ajustement osmotique par lequel le potentiel osmotique interne est abaissée. Cette accumulation serait due à une compartimentation de l’acide aminé d’où l’expression de sites de résistance de la plante à la contrainte saline (Belkhodja et Benkablia, 2000). Néanmoins, pour Dix et Pearce, (1981), l’accumulation de la proline n’est pas une réaction d’adaptation au stress, mais plutôt un signe d’une perturbation métabolique. La baisse des teneurs en proline dans les racines peut s’expliquer soit par une inhibition du précurseur de cet acide aminé (Rhodes et Handa, 1989) ou par une activité rapide de la ProDH, impliquée dans la dégradation de l’acide aminé (Peng et Verma, 1996). Bien qu’ils soient multiples, les rôles attribués à l'accumulation de la proline dans l'adaptation des plantes aux stress demeurent encore un sujet de débat (Ashraf et Foolad, 2007 ; Szabados et Savoure, 2010 ; Ben Rejeb et al., 2012). Chez de nombreuses espèces, cette accumulation est une des principales réponses métaboliques aux stress abiotique (Flowers et Colmer, 2008 ; Szabados et Savoure, 2010 ; Yildiztugay et al., 2011) observée chez diverses halophytes, soumises au stress salin y compris les atriplex (Belkhodja et Bidai, 2004; Slama et al., 2008 ; Silveira et al., 2009 ; Boughalleb et al., 2011; Djerroudi et al., 2011; Bouchenak et al., 2012 ; Nemat Alla et al., 2012, Sadder et al., 2013 et Benzarti et al., 2014). Cette aptitude des plantes à synthétiser et à accumuler la proline s’observe également chez de nombreuses glycophytes (Hassani et al., 2008; Ghars et al., 2008 ; Sharma et al., 2011 ; Yusuf et al., 2008). L’effet positif de l’AS sur l'accumulation de la proline a été marqué par une augmentation de cet acide aminé sous les traitements combinant l’AS et la salinité dans les deux organes excepté chez Atriplex canescens (Pursh) Nutt., où les teneurs en proline sont restées identiques au niveau des racines. Cette faible teneur en proline peut s’expliquer par le fait que les enzymes antioxydantes s’y trouvant au niveau des racines peuvent être insensibles à l’AS (Iqbal et al., 2012). L’augmentation de la proline est significative sous 0,5 mM AS associé aux deux concentrations de NaCl dans les deux organes des plantes des deux espèces d’Atriplex, accumulation de l’acide aminé signalée par ailleurs par Misra et Misra, (2012) ; Li et al., (2014) sur Rauwolfia et l’armoise annuelle. En ce qui concerne la caractérisation minérale des plantes, les résultats concluent que les teneurs en Na+ et en K+ sont variables en fonction des traitements salins associés ou non à l’AS, de l’organe et de l’espèce. Sous stress salin, le Na+ et le K+ évoluent différemment. Les teneurs en Na+ connaissent une élévation proportionnelle aux concentrations salines dans les feuilles et les racines des deux espèces ; néanmoins, chez Atriplex halimus L. ce cation s’accumule plus dans les feuilles. Les teneurs en K+ ont par 65 Discussion et conclusion générales contre diminué relativement chez les deux espèces. Le ratio Na+/K+ a augmenté plus élevé au niveau des racines de l’Atriplex canescens (Pursh) Nutt. ; alors que ce ratio est plus élevé pour les feuilles des plantes d’Atriplex halimus. Les ratios Na+/K+ obtenus sont cohérents avec ceux rapportés par plusieurs travaux pour la majorité des halophytes (Naidoo et al., 2008 ; Mahmood et al., 2010; Lv et al., 2012 ; Li et al., 2014). Le traitement à l’AS a maintenu l’accumulation de ces éléments élevée dans les deux organes. Néanmoins, une légère diminution en Na+ et une faible augmentation en K+ ont été observées. Chez les feuilles des deux espèces le ratio Na+/K+ augmente proportionnellement avec les traitements associés ; le ratio le plus faible est obtenu sous le traitement 0,5 mM AS + 300 meq.l-1 NaCl. Cependant, au niveau des racines, ce rapport varie en fonction de l’espèce car, une évolution similaire à celles des feuilles chez Atriplex canescens (Pursh) Nutt. est remarquée; au contraire chez Atriplex halimus aucun changement n’est signalé. Les mêmes constatations sont rapportées par d’autres auteurs signalant une augmentation de Na+ et une diminution de K+ en conditions de stress salin dans la partie aérienne chez différentes espèces y compris les atriplex (Silveira et al., 2009, Maâlem, 2011; Nemat Alla et al ., 2012). Selon Tester et Bacic (2005), les halophytes accumulent et stockent environ 90 % de Na+ dans la partie aérienne dont au moins 80 % dans les feuilles. En outre, Naidoo et al., (2008) ont rapporté que l’absorption du Na+ a augmenté avec l’élévation de la salinité dans les feuilles et les racines de l’halophyte Odyssea paucinervis, en accord avec nos résultats sur Atriplex canescens (Pursh) Nutt. Au contraire, Li et al., (2014) puis Sleimi et al., (2015) affirment que le Na+ est plus dans les racines de Plantago maritima et Artemesia annua L. que dans les feuilles. Les faibles teneurs en Na+ enregistrées dans les racines peuvent s’expliquer par le fait que ces organes ont tendance à maintenir des niveaux relativement constants de NaCl dans le temps. Le Na+ transporté vers les tiges et les feuilles dans le flux de la transpiration en se déplaçant rapidement dans le xylème, ne peut être retourné aux racines via le phloème (Tester et Daveneport, 2003). D’ailleurs, la croissance et la survie des halophytes est attribuée à leur capacité à accumuler cet élément dans leurs vacuoles pour ensuite l'utiliser dans le maintien de la turgescence et l’ajustement osmotique (Gupta et Huang, 2014). Cette accumulation est l’une des stratégies employée par de nombreuses espèces halophytes contrairement aux glycophytes (Flowers et Colmer, 2008). La diminution du K+ est également signalée par plusieurs auteurs travaillant sur le même genre (Silveira et al., 2009 ; Bouchenak et al ., 2012 ; Li et al., 2014 ; Aguirre et al., 2015). Cette diminution peut être attribuée à une interaction compétitive dans l'absorption entre le Na+ et le K+ (Tester et Davenport, 2003), à la dépolarisation de la membrane plasmique par conséquent une perte de K+ (Shabala et al., 2005) ou encore à une accumulation excessive de Na+ (Khan et al., 2000 ; Zou et al., 2011). Divers travaux indiquent que l’application exogène d'AS chez les plantes stressées peut potentiellement atténuer les effets toxiques générés par la salinité (Gunes et al., 2007 ; Noreen et Ashraf, 2008; Nazar et al, 2011; Bastam et al., 2013 ; Iqbal et al., 2014 ; Li et al., 2014). Cependant, peu d'informations sur les mécanismes de régulation de l’AS sur l'absorption des nutriments sous conditions de stress abiotiques sont données. Les résultats obtenus montrent que l'addition de l'AS dans le milieu salin ralentit l’absorption et la migration du Na+ au niveau des organes des plantes des deux espèces. Néanmoins, l’action
66 Discussion et conclusion générales de l’AS dépend de sa concentration, de l’organe et de l’espèce. Les teneurs les plus faibles en Na+ sont enregistrées dans les feuilles des plantes des deux espèces stressées à 300 meq.l-1 NaCl + 0,5 mM d’AS. Nos résultats sont en accord avec ceux de Gunes et al., (2007) et Tufail et al., (2013) concluant que l’apport de 0,5 mM d’AS réduit significativement la teneur en sodium foliaire du maïs sous salinité. De nombreux travaux ont suggéré que l’application de faibles concentrations d’AS réduisent ce cation chez les feuilles de l'orge (El Tayeb, 2005), du haricot mungo (Khan et al., 2010), d’Arabidopsis thaliana (Jayakannan et al., 2013 et 2015) et de l' armoise annuelle (Li et al., 2014). Par ailleurs, l’effet positif de l’AS sur l’accumulation du K+ diffère également selon sa concentration, l’espèce et l’organe considérés. Pour Atriplex halimus L., une forte absorption foliaire de K+ est enregistrée sous 1 mM d’AS+300 meq.l-1 NaCl. Par contre chez Atriplex canescens (Pursh) Nutt., la concentration de 0,5 mM AS + 300 meq.l-1 NaCl a favorisé l’accumulation de ce cation dans les deux organes, ce qui est déjà affirmé par. Gunes et al., (2007), Khan et al.,(2010) et Tufail et al.,(2013). D’autres travaux par contre ont rapporté que le K+ diminue légèrement ou ne change pas au niveau des racines (Azooz et al., 2011 ; Ayakannan et al., 2013 ; Li et al., 2014). La baisse des niveaux de Na+ dans les conditions salines explique l'effet améliorateur de l’AS, probablement en raison de l’augmentation de l'activité antioxydante et le rôle protecteur de l’AS sur les membranes qui régulent l'absorption d'ions comme suggéré par Gunes et al., (2007) puis Nazar et al., (2011). L’atténuation des effets néfastes de la salinité induit une régression de l’accumulation du Na+ par conséquent une baisse du stress ionique et un faible ratio Na+/K+. Même dans le cas où le taux de Na+ a au contraire augmenté, le ratio est maintenu bas. Maintenir une faible concentration de Na+ cytosolique, une teneur élevée en K+ et un faible rapport Na+/ K+ dans le cytosol sous contrainte saline pourrait être essentiel pour la tolérance au sel (Sun et al., 2015). En conclusion, cette étude montre une variabilité dans les résultats du taux de germination et de la valeur germinative obtenus lorsque les graines sont traitées aux différentes concentrations de l’AS, du NaCl et de l’association des deux traitements chez les deux espèces. Bien que l’AS ne soit pas essentiel pour la germination dans les conditions de croissance normales, mais il semble jouer un rôle important dans l'amélioration de la germination des graines sous haute salinité. L’amélioration de la germination des graines est enregistrée sous la concentration de 0,5 mM d’AS chez Atriplex halimus L. et sous 1 mM pour d’Atriplex canescens (Pursh) Nutt. Une germination maximale des graines témoins des deux espèces est observée et sous la salinité modérée (300 meq.l-1). Les graines d’Atriplex canescens (Pursh) Nutt. se montrent plus tolérantes à la salinité que celles de l’Atriplex halimus L. Une amélioration du TGF et de la VG est notée sous 0,5 mM associé à 600 meq.l-1 NaCl chez Atriplex halimus L. et sous 1 mM d’AS pour Atriplex canescens (Pursh) Nutt., combiné au chlorure de sodium. Les résultats obtenus sur les différents paramètres étudiés chez les deux espèces âgées de trois mois sont controversés et sont également fonction des différents traitements appliqués, de l’espèce et de l’organe. Les traitements utilisés ont modifié à la baisse le statut hydrique; néanmoins, l’addition de l’AS à 1 mM a provoqué une augmentation de la
67 Discussion et conclusion générales
TE des feuilles d’Atriplex canescens (Pursh) Nutt. associée à 600 meq.l-1 et celles de l’Atriplex halimus L. combinée à 300 meq.l-1 NaCl. D’autre part, le traitement 0,5 mM + 600 meq.l-1 a favorisé la TRE des feuilles d’Atriplex canescens (Pursh) Nutt. Contrairement aux paramètres précédents, le DHS augmente sensiblement sous tous les traitements, très marqué chez Atriplex halimus L. Par ailleurs, le traitement 0,5 mM d’AS + 600 meq.l-1 induit une baisse importante du DHS chez les deux espèces. La synthèse de la proline est stimulée par la salinité et son accumulation dans les organes est encore améliorée par l’AS. Cet acide aminé est réparti d’une manière équilibrée dans les deux organes de l’Atriplex canescens (Pursh) Nutt., alors qu’il est plus concentré dans les feuilles chez l’autre espèce. C’est le traitement 0,5 mM d’AS qui a provoqué une augmentation de la proline dans les deux organes et chez les deux espèces sous salinité. Ce qui explique probablement l’amélioration de la biomasse des feuilles observée chez les deux espèces principalement sous 0,5 mM +300 mM de NaCl. Le stress salin a engendré l’élévation des teneurs en Na+ et la diminution de l’absorption du K+ dans les organes des deux espèces. Le Na+ s’accumule plus dans les feuilles de l’Atriplex halimus L. et par conséquent, le ratio Na+/K+ a également augmenté au niveau des feuilles de cette espèce. Ce qui se traduit par une diminution de la biomasse aérienne fraîche et sèche enregistrée sous stress salin et sous les traitements associés à l’AS qui est plus marquée chez l’Atriplex halimus L. Le traitement 0,5 mM d’AS + 300 meq.l-1 NaCl a ralenti l’absorption du Na+ dans les feuilles chez les deux espèces et a favorisé l’accumulation du K+ dans les deux organes chez Atriplex canescens (Pursh) Nutt. ; alors que ce traitement a réduit le ratio Na+/K+ foliaire chez les deux espèces d’atriplex, ce qui traduit, l’effet protecteur de l’AS. Atriplex canescens (Pursh) Nutt. exprime plus sa tolérance à la salinité ; en effet, cette espèce accumule plus de K+ que de Na+ ce qui laisse penser qu’elle contrôle mieux l'absorption de Na+ ; cette réponse est aussi révélée par un ratio et un I.S.R.S très faible par rapport à Atriplex halimus L. Les indices les plus faibles sont constatés chez les feuilles sous 0,5 mM AS + 300 meq.l-1 NaCl chez Atriplex canescens (Pursh) Nutt. Les résultats obtenus sous nos conditions expérimentales se projettent vers d’autres axes de recherche pour apporter davantage d’informations sur le comportement des espèces halophiles en particulier les atriplex sous contraintes salines et rechercher le rôle des facteurs hormonaux comme l’acide salicylique dans la résistance des plantes aux stress abiotiques. Il serait possible de s’orienter vers l’approfondissement des axes suivants : - Examiner les réponses hormonales endogènes, aussi bien pour l’Acide Salicylique que pour d’autres hormones du stress tel que l’Acide Abscissique chez les espèces halophiles pour évaluer les niveaux stressant de la salinité, - Rechercher les seuils optimaux de concentrations en Acide Salicylique exogène pour apprécier l’expression de la résistance des plantes au stade graine et au cours de leur développement dans le but de contribuer à la compréhension des mécanismes d’action hormonale combinée ou non aux facteurs abiotiques comme la salinité ou la sécheresse.
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80 Annexes
Annexes 1
Méthode de calcul de la capacité de rétention
Dans un pot de yaourt perforé à sa base (P0), on met 100 g de sable lavée (P1), puis on verse l’eau distillée jusqu’à saturation. Ce pot est ensuite couvert avec un papier aluminium pour éviter l’évaporation de l’eau et mis sur la paillasse pendant 48 heures.
Après cette durée de temps, le pot est repesé (P2). Calcul de la capacité de rétention CR pour 100 g de sable
P0 = 4,35 g
P1 = 100 g
P2 =124,43 g
CR = (P2 - P1) - P0 = (124, 43 -100) – 4,35 = 20,08 g La capacité de rétention pour100 g de sable est égale 20,08 ml. Calcul de la capacité de rétention CR pour le substrat 20,08 ml → 100 g CR ml → 2280 g CR = (2280 × 20,08) / 100 = 461,244 ml. Calcule de la capacité de rétention à 30 % et 60 % Pour 30% 461,244 ml → 100 %
CR30 % ml → 30 %
CR30 % = (461,244× 30) /100 =138,37 ml Pour 60% 461,244 ml → 100%
CR60 % ml → 60%
CR60 % = (461,244×60) /100 = 276,74 ml La capacité de rétention à 30 % et 60 % est égale 138,37et 276,74 ml respectivement pour 2280 g de substrat.
Annexes
Annexes 2
Composition de la solution nutritive
Tableau 1- Composition de la solution nutritive de Hoagland et Arnon (1938). Composition formulation Poids (g/l) Nitrate de potassium KNO3 191,90 Nitrate de calcium (NO3)2Ca, 4H2O 129,80 Nitrate d'Ammonium NO3 NH4 210,00 Sulfate de magnésium Mg SO4, 7H2O 61,50 Phosphate mono potassique PO4 H2 K 54,40 Hydrogénophosphate-di-potassium PO4 K2H, 3H2O 34,23 Chlorure de manganèse Cl2 Mn, 4H2O 1,800 Sulfate de cuivre CuSO4, 5H2O 0,176 Sulfate de zinc ZnSO4, 7H2O 0,219 Acide borique H3BO3 2,861 Molybdate d'ammonium MO7O24 (NH4),7H2O 0,285 Complexe ferrique EDTA (C10H12FeN2NaO8) 0,050
Annexes
Annexes 3
Courbe d’étalonnage de la proline La courbe d’étalonnage est préparée par pesée 0,125 g de proline ajusté à 100 ml de l’acide chlorhydrique (HCl 0,3N). Dans des tubes à essais préparer une gamme étalonnage allant de 12,5 à 125µg.ml-1
0,3
y = 0,0021x 0,25 R2 = 0,9684
0,2
0,15
densité optique densité 0,1
0,05
0 0,000 20,000 40,000 60,000 80,000 100,000 120,000 140,000
µg de proline/ml
Annexes
Annexes 4
Stade germination de graines
Tableau 3- Test statistique de signification, (P= 5%) à l’aide de l’analyse de la variance appuyée par le logiciel SPSS, du T.G.F. en (%) des graines d’Atriplex halimus L. et canescens, selon la concentration en AS durant 23 jours.
AS mM Témoin 0,25 0,50 0,75 1,00 Espèces Atriplex 53,33±7,64 48,33±2,89 NS 76,67±2,894S 50,00±8,66 NS 41,67±5,77S halimus L. Atriplex canescens 80,00±5,00 86,67±10,41 NS 68,33±2,89 S 83,33±7,64 NS 95±0,00 S (Pursh) Nutt.
Les données présentées sont les valeurs moyennes obtenues à partir de trois répétitions de vingt graines par boites de Pétri pour les deux espèces. S : effet traitement significatif sur le taux de germination finale par rapport aux lots témoins. NS : effet non significatif
Tableau 4- Test statistique de signification, (P= 5%) à l’aide de l’analyse de la variance appuyée par le logiciel SPSS, de la V.G des graines d’Atriplex halimus L. et Atriplex canescens (Pursh) Nutt. selon la concentration en AS durant 23 jours.
AS (mM) Témoin 0,25 0,50 0,75 1,00 Espèces Atriplex halimus 31,29±6,47 21,10±2,05 NS 47,37±13,67 S 18,71±1,01 S 10,26±2,09 S Atriplex canescens 60,69±07,74 68,36±24,87NS 44,57±1,88NS 82,97±15,38NS 67,69±11,05NS
Les données présentées sont les valeurs moyennes obtenues à partir de trois répétitions de vingt graines par boites de Pétri pour les deux espèces. S : effet traitement significatif sur la valeur germinative par rapport aux lots témoins. NS : effet non significatif
Annexes
Annexes 4 (suite)
Tableau 5- Test statistique de signification, (P= 5%) à l’aide de l’analyse de la variance appuyée par le logiciel SPSS, du T.G.F. en (%) des graines d’Atriplex halimus L. et d’Atriplex canescens (Pursh) Nutt. sous l’AS en présence du NaCl durant 23 jours.
Atriplex halimus L. Atriplex canescens (Pursh) Nutt. Espèces
AS mM Témoin 0,5 1 Témoin 0,5 1
NaCl meq l-1 300 23,33±10,41 28,33±15,28 NS 0,00±0,00 58,33±7,64 36,67±2,89 S 76,67±2,89 S
600 11,67±2,89 40,00±0,00 S 0,00±0,00 40,00±5,00 58,33±11,55S 65,00±8,66 S
Les données présentées sont les valeurs moyennes obtenues à partir de trois répétitions de vingt graines par boites de Pétri pour les deux espèces. S : effet traitement significatif sur le taux de germination finale par rapport aux lots témoins. NS : effet non significatif
Tableau 6- Test statistique de signification, (P= 5%) à l’aide de l’analyse de la variance appuyée par le logiciel SPSS, de la V.G des graines d’Atriplex halimus L.et d’Atriplex canescens (Pursh) Nutt. prés-traitées à l’AS en présence du NaCl durant 23jours.
Atriplex halimus L. Atriplex canescens (Pursh) Nutt. AS mM Témoin 0,5 1 Témoin 0,5 1 NaCl meq l-1 4,79±4,07 6,83±5,82NS 0,00±0,00 NS 19,64±4,65 6,70±1,73S 23,57±2,53NS 300 0,65±0,25 13,58±5,79S 0,00±0,00 NS 5,73±0,45 12,75±5,11S 14,06±2,13S 600
Les données présentées sont les valeurs moyennes obtenues à partir de trois répétitions de vingt graines par boites de Pétri pour les deux espèces. S : effet traitement significatif sur la valeur germinative par rapport aux lots témoins. NS : effet non significatif
Annexes
Annexes 5
Stade jeune plante Paramètres hydriques Tableau 7- Test statistique de signification, (P= 5%) à l’aide de l’analyse de la variance appuyée par le logiciel SPSS, des teneurs en eau en (%) des feuilles d’Atriplex halimus L. et Atriplex canescens (Pursh) Nutt. âgées de 120 jours, stressées au NaCl seul (300 et 600 meq.l-1) ou additionné avec 0,5 et ou 1 mM d’AS durant une semaine.
Teneur en 300 meq.l-1 600 meq.l-1 300 meq.l-1 600 meq.l-1 300 meq.l-1 600 meq.l-1 Témoin eau NaCl NaCl +0,5 mM AS +0,5 mM AS +1 mM AS +1 mM AS Atriplex 78,80±1,01 75,36±1,63 S 73,14±1,56S 76,15±1,78 S 77,06±1,73NS 77,42±2,09NS 71,80±1,01 S halimus Atriplex 76,760±1,93 80,41±0,69 73,99±0,91S 78,60±1,44NS 73,51±1,73 S 75,27±1,66 S 82,30±0,87 S canescens S
Les données présentées sont les valeurs moyennes obtenues à partir de 5 plantes par traitement pour les deux espèces. S : effet traitement significatif sur les teneurs en eau par rapport aux plantes témoins dans le même organe. NS : effet non significatif. - Pour l’Atriplex halimus L., les traitements 600 mM NaCl +0,5 mM AS par rapport à 600 meq.l-1 NaCl et 300 mM NaCl +1 mM AS par rapport à 300 meq.l-1 NaCl sont significatifs. - Pour les feuilles Atriplex canescens (Pursh) Nutt., les traitements 300 mM NaCl +0,5 m MAS par rapport à 300 et 600 meq.l-1 NaCl +1 mM AS par rapport à 600 meq.l-1 sont significatifs.
Tableau 8- Test statistique de signification, (P= 5%) à l’aide de l’analyse de la variance appuyée par du logiciel SPSS, des teneurs relatives en eau en (%) des feuilles d’Atriplex halimus L. et canescens (Pursh) Nutt. âgées de 120 jours, stressées au NaCl seul (300 et 600 meq.l-1) ou additionné avec 0,5 ou 1 mM d’AS durant une semaine.
Témoin 300 meq.l-1 600 meq.l-1 300 meq.l-1 600 meq.l-1 300 meq.l-1 600 meq.l-1 NaCl NaCl NaCl +0,5mM AS +0,5mM AS +1mM AS +1mM AS Espéces Atriplex 84,38±2,38 79,80±0,95 S 78,81±1,62 S 80,29±1,81 S 80,74±1,48 S 78,60±2,30 S 80,05±2,89 S halimus Atriplex 87,24±2,59 81,59±2,66 S 80,30±1,05 S 82,78±1,26 S 83,04±1,79 S 80,79±1,16 S 79,20±2,35 S canescens
Les données présentées sont les valeurs moyennes obtenues à partir de 5 plantes par traitement pour les deux espèces. S : effet traitement significatif sur la teneuse relative en eau par rapport aux plantes témoins dans le même organe. NS : effet non significatif. - Le traitement 600 meq.l-1 NaCl +0,5 mM AS par rapport à 600 meq.l-1 NaCl est significatif chez Atriplex canescens.
Annexes
Annexes 5 (suite) Tableau 9- Test statistique de signification, (P= 5%) à l’aide de l’analyse de la variance appuyée par du logiciel SPSS, du déficit hydrique en eau (%) des feuilles d’Atriplex halimus L. et Atriplex canescens (Pursh) Nutt. et âgées de 120 jours, stressées au NaCl seul (300 et 600 meq.l-1) ou additionné avec 0,5 ou 1 mM d’AS durant une semaine.
NaCl Témoin 300 meq.l-1 600 meq.l-1 300 meq.l-1 600 meq.l-1 300 meq.l-1 600 meq.l-1 NaCl NaCl +0,5 mMAS +0,5 mMAS +1 mM AS +1 mM AS Espèces Atriplex 15,65±1,82 20,21±1,78S 21,21±2,42S 19,73±1,67 S 19,26±1,73 S 21,41± 1,40 S 19,94± 1,52 S halimus Atriplex 12,78±1,78 18,42±1,86S 19,70±0,64S 17,25±2,72 S 16,96±0,93 S 19,24±1,70 S 20,81±2,14 S canescens.
Les données présentées sont les valeurs moyennes obtenues à partir de 5 plantes par traitement pour les deux espèces. S : effet traitement significatif sur les déficits hydrique en eau des par rapport aux plantes témoins dans le même organe. NS : effet non significatif. - Le traitement 600 meq.l-1 NaCl +0,5 mM AS par rapport à 600 meq.l-1 NaCl est significatif chez Atriplex halimus L. et Atriplex canescens (Pursh) Nutt.
Tableau 10- Test statistique de signification, (P= 5%) à l’aide de l’analyse de la variance appuyée par du logiciel SPSS, biomasse fraîche et sèche aérienne de l’Atriplex halimus L. (g/plante) âgées de 120 jours, stressées au NaCl seul (300 et 600 meq.l-1) ou additionné avec 0,5 ou 1 Mm d’AS durant une semaine.
NaCl 300 meq.l-1 300 meq.l-1 600 meq.l-1 300 meq.l-1 600 meq.l-1 Témoin 600meq.l-1 NaCl Biomasse NaCl +0,5mMAS +0,5mM AS +1mM AS +1mM AS aérienne Poids frais 15,45±4,90 11,10±2,48S 9,42±1,61S 13,34±1,93NS 9,24±2,59 S 9,41± 1,49 S 8,31± 2,01S
Poids sec 6,11±1,18 4,77±1,27 S 4,12±1,15S 5,85±1,24NS 3,63±1,39 S 3,99±0,53 S 3,16±1,17S
Les données présentées sont les valeurs moyennes obtenues à partir de 5 plantes par traitement. S : effet traitement significatif sur le poids frais et secs des feuilles et tiges par rapport aux plantes témoins dans le même organe. NS : effet non significatif - Le traitement 300 meq.l-1 NaCl +0,5 mM AS par rapport à 300 meq.l-1 NaCl est significatif chez Atriplex Atriplex halimus L. pour le poids frais et sec.
Annexes
Annexes 5 (suite)
Tableau 11- Test statistique de signification, (P= 5%) à l’aide de l’analyse de la variance appuyée par du logiciel SPSS, de la biomasse fraîche et sèche aérienne (g/plante) d’Atriplex canescens (Pursh) Nutt. âgées de 120 jours, stressées au NaCl seul (300 et 600 meq.l-1) ou additionné avec 0,5 ou 1 Mm d’AS durant une semaine.
NaCl 600 meq.l-1 -1 300 meq.l-1 600 meq.l-1 Témoin 300 600 300 meq.l +0,5 mM Biomasse meq.l-1 meq.l-1 +0,5 mM AS +1 mM AS +1 mM AS aérienne AS poids 11,46±2,5 10,16±1,07 9,02±1,24 11,86±0,65N 8,62±0,81 9,28± 1,60 8,38± frais 3 NS S S S S 1,92S 3,79±0,73 4,69±0,64 4,10±0,57N 3,51±0,70 poids sec 4,78±0,98 3,98±0,74S 3,65±0,69 S S NS S S
Les données présentées sont les valeurs moyennes obtenues à partir de 5 plantes par traitement. S : effet traitement significatif sur le poids frais et secs des feuilles et tiges par rapport aux plantes témoins dans le même organe. NS : effet non significatif. - Le traitement 300 meq.l-1 NaCl +0,5 mM AS par rapport à 300 meq.l-1 NaCl est significatif chez Atriplex canescens (Pursh) Nutt. pour le poids frais.
Annexes
Annexes 6
Paramètres biochimique Tableau 13- Test statistique de signification, (P= 5%) à l’aide de l’analyse de la variance appuyée par du logiciel SPSS, des teneurs en proline (µmoles. g-1 PS) des feuilles et racines d’Atriplex halimus L. âgées de 120 jours, stressées au NaCl seul (300 et 600 meq.l-1) ou additionné avec 0,5 ou 1 Mm d’AS durant une semaine.
300 meq.l-1 600 meq.l-1 NaCl 300 600 300 meq.l-1 600 meq.l-1 Témoin +0,5mM +0,5mM meq.l-1 meq.l-1 +1mM AS +1mM AS AS AS organes 16,46±1,3 22,87±1,78 28,17± 29,47±0,60 28,32±0,92 21,62± 0,68 23,04± 1,43 Feuilles 5 S 1,93S S S S S 11,87±1,0 16,17±0,88 15,94±1,22 18,14±0,62 14,80±0,93 17,39±0,73 Racines 18,57±1,62S 0 S S S S S
Les données présentées sont les valeurs moyennes obtenues à partir de 5 plantes par traitement. S : effet traitement significatif sur les teneurs en eau par rapport aux plantes témoins dans le même organe. NS : effet non significatif. - Les traitements 300 meq.l-1 NaCl +0,5 mM AS par rapport à 300 meq.l-1 NaCl et 600 meq.l-1 NaCl +1 mM AS par rapport à 600 meq.l-1 NaCl montre une différence significative au niveau des feuilles. - Le traitement 300 meq.l-1 NaCl +1 mM AS par rapport à 300 meq.l-1 NaCl montre une différence significative au niveau des racines.
Tableau 14- Test statistique de signification, (P= 5%) à l’aide de l’analyse de la variance appuyée par du logiciel SPSS, des teneurs en proline (µmoles. g-1 PS) des feuilles et racines d’Atriplex canescens (Pursh) Nutt. âgées de 120 jours, stressées au NaCl seul (300 et 600 meq.l-1) ou additionné avec 0,5 ou 1 Mm d’AS durant une semaine.
300 meq.l-1 600 meq.l-1 300 meq.l-1 600 meq.l-1 NaCl Témoin 300 meq.l-1 600 meq.l-1 +0,5mM AS +0,5mM AS +1 mM AS +1mM AS Organe 12,33±0,9 17,33±1,04 19,27±0,63 26,75±1,47 16,37±1,21 Feuilles 24,94± 1,02S 22,39± 1,17S 8 S S S S 12,18±0,8 14,60±1,21 12,90±1,17N 14,71±1,35 14,40±1,00 13,91±0,84 12,95±1,63N Racines 3 S S S S S S Les données présentées sont les valeurs moyennes obtenues à partir de 5 plantes par traitement. S : effet traitement significatif sur les teneurs en proline par rapport aux plantes témoins dans le même organe. NS : effet non significatif - Les traitements 300 meq.l-1 NaCl +0,5 mM AS par rapport à 300 meq.l-1 NaCl et 600 meq.l-1 NaCl +0,5 mM AS par rapport à 600 meq.l-1 NaCl montrent une différence significative au niveau des feuilles.
Annexes
Annexes 6 (suite)
Tableau 15- Test statistique de signification, (P= 5%) à l’aide de l’analyse de la variance appuyée par du logiciel SPSS, des teneurs en Na+ (µmoles. g-1 PS) des feuilles et racines d’Atriplex halimus L. âgées de 120 jours, stressées au NaCl seul (300 et 600 meq l-1) ou additionné avec 0,5 ou 1 Mm d’AS durant une semaine.
NaCl Témoin 300 600 300 meq.l-1 600 meq.l-1 300 meq.l-1 600meq.l-1 meq.l-1 meq.l-1 +0,5 mM +0,5 mM +1 mM AS +1 mM AS Organe AS AS Feuilles 700,72± 1217,49± 1520,53± 990,76± 1193,53± 1324,44± 1400,58± 34,01 54,83 S 13,80 S 55,00 S 105,14 S 75,42 S 179,24 S
Racines 118,58± 198,91± 218,69± 168,72± 200,34± 176,76± 170,02± 11,88 29,16 S 33,15 S 22,91 S 27,29 S 29,45 S 18,69 S
Les données présentées sont les valeurs moyennes obtenues à partir de 5 plantes par traitement. S : effet traitement significatif sur les teneurs en proline par rapport aux plantes témoins dans le même organe. NS : effet non significatif. - Les traitements 300 meq.l-1 et 600 meq.l-1 NaCl +0,5 mM AS par rapport à 300 meq.l-1 et 600 meq.l-1 NaCl montrent une différence significative au niveau des feuilles. - Le traitement 600 meq.l-1 NaCl +1 mM AS par rapport à 600 meq.l-1 NaCl montre une différence significative au niveau des racines.
Tableau 16- Test statistique de signification, (P= 5%) à l’aide de l’analyse de la variance appuyée par du logiciel SPSS, des teneurs en Na+ (µmoles.g-1 PS) des feuilles et racines d’Atriplex canescens (Pursh) Nutt. âgées de 120 jours, stressées au NaCl seul (300 et 600 meq.l-1) ou additionné avec 0,5 ou 1 Mm d’AS durant une semaine.
NaCl Témoin 300 600 300 meq.l-1 600 meq.l-1 300 meq.l-1 600 meq.l-1 meq.l-1 meq.l-1 +0,5 mM AS +0,5 mM AS +1 mM AS +1 mM AS Organes Feuilles 142,98± 221,79± 354,17± 124,91± 333,47± 221,42± 314,59± 20,04 5,81 S 26,66 S 21,69 NS 19,60 S 35,99 S 31,61 S
Racines 126,63± 175,56± 203,97± 156,74± 189,94± 140,44± 237,61± 7,68 24,19 S 24,23 S 19, 73 S 22,71 S 28,09 NS 16,74 S
Les données présentées sont les valeurs moyennes obtenues à partir de 5 plantes par traitement. S : effet traitement significatif sur les teneurs en Na+ par rapport aux plantes témoins dans le même organe. NS : effet non significatif. - Le traitement 300 meq.l-1 NaCl +0,5 mM AS par rapport à 300 meq.l-1 NaCl montre une différence significative au niveau des feuilles. - Les traitements 300 meq.l-1 NaCl +1 mM AS par rapport à 300 meq.l-1 NaCl et 600 meq.l-1 NaCl +1 mM AS par rapport à 600 meq.l-1 NaCl montrent une différence significative au niveau des racines
Annexes
Annexes 6 (suite)
Tableau 17- Test statistique de signification, (P= 5%) à l’aide de l’analyse de la variance appuyée par du logiciel SPSS, des teneurs en K+ (µmoles.g-1 PS) des feuilles et racines d’Atriplex halimus âgées de 120 jours, stressées au NaCl seul (300 et 600 meq. l-1) ou additionné avec 0,5 ou 1 Mm d’AS durant une semaine.
NaCl Témoin 300 600 300 meq.l-1 600 meq.l-1 300 meq.l-1 600 meq.l-1 meq.l-1 meq.l-1 +0,5 mM AS +0,5 mM AS +1 mM AS +1 mM AS organes Feuilles 1414,38± 1138,67± 980,30± 1994,87± 1821,05± 2051,09± 1640,17± 111,24 94,16 S 85,69S 89,13 S 38,75 S 83,34S 122,02 S
Racines 624,07± 506,93± 401,55± 569,85± 646,06± 533,02± 553,37± 44,00 90,33NS 153,80 S 184,82 NS 88,11 NS 60,27 NS 85,18 NS
Les données présentées sont les valeurs moyennes obtenues à partir de 5 plantes par traitement pour les deux espèces S : effet traitement significatif sur les teneurs en K+ par rapport aux plantes témoins dans le même organe. NS : effet non significatif - Les traitements 300 meq.l-1 et 600 meq.l-1 NaCl +0,5 mM AS et + 1 mM par rapport à 300 meq.l-1 NaCl et à 600 meq.l-1 NaCl montrent des différences significatives au niveau des feuilles. - Les traitements 600 meq.l-1 NaCl +0,5 mM AS et + 1 mM AS par rapport à 600 meq.l-1 NaCl montrent une différence significative au niveau des racines.
Tableau 18- Test statistique de signification, (P= 5%) à l’aide de l’analyse de la variance appuyée par du logiciel SPSS, des teneurs en potassium (µmoles.g-1 PS) des feuilles et racines d’Atriplex canescens (Pursh) Nutt. âgées de 120 jours, stressées au NaCl seul (300 et 600 meq. l-1) ou additionné avec 0,5 ou 1 Mm d’AS durant une semaine.
NaCl Témoin 300 600 300 meq.l-1 600 meq.l-1 300 meq.l-1 600 meq.l-1 meq.l-1 meq.l-1 +0,5 mM AS +0,5 mM AS +1mM AS +1mM AS Organe Feuilles 2637,97± 2057,89± 1888,06± 2986,57± 2550,24± 2207,07± 2152,52± 276,01 87,33 S 102,92 S 271,05 S 233,65 NS 317,30 S 295,79 S
Racines 353,98± 300,78± 271,11± 392,86± 371,37± 289,02± 265,48± 39,85 35,65 NS 47,44 S 95,42 NS 84,72 NS 61,12 NS 29,67 S
Les données présentées sont les valeurs moyennes obtenues à partir de 5 plantes par traitement. S : effet traitement significatif sur les teneurs en K+ par rapport aux plantes témoins dans le même organe. NS : effet non significatif. - Les traitements 300 meq.l-1 et 600 meq.l-1 NaCl +0,5 mM AS par rapport à 300 meq.l-1 NaCl et à 600 meq.l-1 NaCl montrent des différences significatives au niveau des feuilles et des racines.
Annexes
Annexes 6 (suite)
Tableau 19- Test statistique de signification, (P= 5%) à l’aide de l’analyse de la variance appuyée par du logiciel SPSS, des ratio Na+/K+ des feuilles et racines d’Atriplex halimus L. âgées de 120 jours, stressées au NaCl seul (300 et 600 meq.l-1) ou additionné avec 0,5 ou 1 Mm d’AS durant une semaine.
Na+/K+ Témoin 300 600 300 meq.l-1 600 meq.l-1 300 meq.l-1 600 meq.l-1 Organes meq.l-1 meq.l-1 +0,5mMAS +0,5mM AS +1mM AS +1mM AS Feuilles 0,50±0,04 1,07±0,08 1,56±0,11 0,50±0,05 0,66±0,07 0,65± 0,04 0,86± 0,12 S S NS S S S
Racines 0,19±0,02 0,41±0,13 0,62±0,24 0,36±0,15 0,31±0,04 0,34±0,06 0,31±0,07 S S S NS NS NS
Les données présentées sont les valeurs moyennes obtenues à partir de 5 plantes par traitement. S : effet traitement significatif sur les teneurs en Na+/K+ par rapport aux plantes témoins dans le même organe. NS : effet non significatif. - Les traitements 300 meq.l-1 et 600 meq.l-1 NaCl +0,5 mM AS et + 1 mM par rapport à 300 meq.l-1 NaCl et à 600 meq.l-1 NaCl montrent des différences significatives au niveau des feuilles. - Les traitements 600 meq.l- NaCl +0,5 mM AS et + 1mM AS par rapport à 600 meq.l-1 NaCl montrent des différences significatives au niveau des racines.
Tableau 20- Test statistique de signification, (P= 5%) à l’aide de l’analyse de la variance appuyée par du logiciel SPSS, des ratio Na+/K des feuilles et racines d’Atriplex canescens (Pursh) Nutt. âgées de 120 jours, stressées au NaCl seul (300 et 600 meq.l-1) ou additionné avec 0,5 ou 1 mM d’AS durant une semaine.
NaCl Témoin 300 meq.l-1 600 meq.l-1 300 meq.l-1 600 meq.l-1 300 meq.l-1 600 meq.l-1 +0,5 mM AS +0,5 mM AS +1 mM AS +1 mM AS Organes Feuilles 0,05±0,01 0,11±0,02S 0,19±0,02S 0,04±0,01NS 0,13±0,02S 0,10± 0,01S 0,15±0,03S
Racines 0,36±0,03 0,59±0,14S 0,78±0,19S 0,41±0,10NS 0,54±0,20NS 0,50±0,11NS 0,91±0,18S
Les données présentées sont les valeurs moyennes obtenues à partir de 5 plantes par traitement. S : effet traitement significatif sur les teneurs en Na+/K+ par rapport aux plantes témoins dans le même organe. NS : effet non significatif. - Les traitements 300 meq.l-1 et 600 meq.l-1 NaCl +0,5 mM AS par rapport à 300 meq.l-1 NaCl et à 600 meq.l-1 NaCl et 600 meq.l-1 NaCl +1 mM AS par rapport à 600 meq.l-1 NaCl montrent des différences significatives au niveau des feuilles. - Le traitement 600 meq.l- NaCl +0,5 mM AS par rapport à 600 meq.l-1 NaCl montre une différence significative au niveau des racines.
International Journal of Plant Physiology and Biochemistry Vol. 3(10), pp. 163-168, 2 October, 2011 Available online at http://www.academicjournals.org/IJPPB ISSN-2141-2162 ©2011 Academic Journals
Full Length Research Paper
Biochemical response of two Atriplex species (Atriplex halimus L. and Atriplex canescens (Pursh) Nutt.) under salt stress conditions
Ouiza DJERROUDI1*, Samia BISSATI1 and Moulay BELKHODJA2
1Laboratoire des Bioressources Sahariennes: Préservation et Valorisation. Université Kasdi Merbah, Ouargla, Algérie. 2Laboratoire de Physiologie Végétale. Université d’Oran, Algérie.
Accepted 10 August, 2011
Soil salinization is an environmental problem that many world regions must fight; it is one of the major plants abiotic stress factors. In fact, in addition to mineral imbalance and toxicity of certain ions, salinity causes, in consequence of osmotic pressure increase, water absorption decrease which leads to stress. In the current study, the behavior and response of two Atriplex species, A. halimus L. and A. canescens, (Pursh) Nutt. under effect of high salt concentrations (400 and 600 meq of NaCl + CaCl2) and seawater at 25, 50 and 100% dilutions, were studied, using proline as metabolic marker in relation to resistance to salinity. Three-month-old Atriplex plants were subject to the various salinity levels. The amount of proline was determined from different plant organs after three weeks stress period. The results revealed a metabolic variability characterized by proline accumulation as function of the species, plant organ, and the concentration and nature of salt treatment. In general, the accumulation of proline within the plant occurs in proportion to the medium salt concentration. Indeed, on one hand, the recorded proline contents show that this accumulation is very important in Atriplex canescens (Pursh) Nutt, compared with Atriplex halimus. On the other hand, these contents are high in leaves of both species in presence of high NaCl + CaCl2 and seawater concentrations.
Key words: Atriplex, salt stress, proline, tolerance, halophyte.
INTRODUCTION
The recorded global climate changes have certainly million ha (Hamdy, 1999). According to Le Houerou generated ecological mutations which, particularly (2000), Algeria is among the most affected countries by contributed to intensification of desertification process, salinization. The presence of salts in the soil affects plant especially affecting arid and semi-arid regions. Within physiological mechanisms and constitutes a major these regions, aridity has a permanently determinative constraint to plant growth and hence limiting crop yield effect due to the precipitation deficit (Munns et al., 2006) (Levigneron et al., 1995 (check the year publication as accompanied with high water loss by evapotranspiration per reference section it is 1956); Ben Ahmed et al., (Epstein et al., 1980) and salt-rich water irrigation of 2008). Therefore, some species have disappear (Munns, culture, which is often non controlled (Yamguchi and 2002), and others are endangered (Charmard, 1993). Blumwald, 2005). With such disturbances and constraints, only plants Salinity affects 100 million ha of the world’s land area called halophytes can resist and adapt, generating (Munns et al., 2006), which provide a third of the world's resistance and/or tolerance mechanisms towards these food supply. In Algeria, saline soils cover an area of 3.2 restrictions (Sambatti and Caylor, 2007). Contrary to glycophytes, halophytes naturally grow and develop on saline soils. However, during their development process different species show various degrees of tolerance *Corresponding author. E-mail: [email protected]. Tel/Fax: salinity. In response to salt stress, halophytes induce +213. (0)29.71.53.47, +213. (0) 29.71.56.79. tolerance mechanisms that contribute to adapt to osmotic
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and ionic stresses caused by high salinity (Lee et al., For both species, plants aged four months were divided into six 2008). A large number of metabolites are involved in this lots, each lot contains fifteen repetitions. These plants have adjustment (Munns, 2002). Among these organic suffered a salt stress by watering with sea water diluted or pure, or with NaCl + CaCl2 in nutrient solution at 60% filed capacity. molecules that are often associated with plant salt Stress is provoked as follows: tolerance are nitrogenous molecules such as glycine and betain (Gerard et al., 1991) organic compounds such as 1. 45 plants were stressed with sea water, divided into three soluble sugars (Ottow et al., 2005) and amino acids such batches of 15 plants that are either treated with sea water diluted to as proline (Morant-Manceau et al, 2004). Many authors 25 or 50% of the nutrient solution, or undiluted (100% sea water), 2. Two batches of 15 plants were treated with NaCl + CaCl2 at 400 have reported its role as osmoticum (Taji et al., 2004; and 600 meq/L of the Nutrient solution, Turan et al., 2007). Proline accumulation is a common 3. Control plants (15) are watered with nutrient solution at 60% metabolic response of plants to face environmental capacity retention of the substrate. constraints. Among these halophytes, the genus Atriplex is well adapted to harsh environmental conditions, and is After the stress, which lasted eight days, the plants are removed, the aerial part is separated from the underground one. Leaves, characterized by high diversity. roots and stems were weighed and then dried in an oven set at This genus includes over 400 species. Most of them 80°C for 48 h. Dry matter was then weighed and placed in bottles grow in regions with annual rainfall ranging from 200 to closed with plasma plugs. Proline amounts were determined by the 400 mm/year (Abu-Zanati et al., 2004) and are dominant method of AOAC (1955) modified by Nguyen and Paquin (1971). -1 in many arid and semi-arid areas of the world (Nedjim et They are expressed in µmoles of proline per 100 mg of DW in al., 2006). They are a useful material for the identification reference to a calibration curve after reading the optical density at 505 nm, using a spectrophotometer. of physiological mechanisms and genes involved in Analysis of variance (ANOVA), was done using the ASSISTAT resistance to abiotic stresses (Wang and Showalter, version 7.5 beta 2008 and mean comparison procedures, was 2004). With this background the present work has been performed to detect differences between treatments. Mean conducted with the objective to highlight one of the separation tests with Fisher’s least significant difference (LSD) (P < mechanisms of resistance to salinity through endogenous 0.05). proline analysis for two species of Atriplex, Atriplex halimus L. and Atriple canescens (Pursh.) Nutt. subjected RESULTS to an increasing salinity stress of seawater or combined salt solutions. These selected species are Effect of seawater on the endogenous proline xerohalophytes of great agricultural and ecological interests, and allow adequate valorization of generally The results show that among the two species, proline marginalized areas (Le Houerou, 2000; Chisci et al., content was higher in organs of A. halimus L. supplied 2001). with sea water, in comparison with the controls (Table 1). Besides, the increase in salinity level, there was an increase, in proline content was noticed. This MATERIALS AND METHODS accumulation is higher in leaves especially when plants
Plant material are stressed at 50 and 100%. The plants watered only with nutrient solutions have identical levels of proline in -1 The used seeds were collected from the station of El Mesrane, stems and leaves (0.51 and 0.53 μM.100 mg DW ). located 300 km south to Algiers. Two species were selected for the Whereas in roots, proline amount is about 0.35 μM.100 experimentation: A. halimus L. (native) and A. canescens (Pursh.) mg DW-1 The leaves had significantly higher proline than Nutt. (Introduced from North America). other organs (P <0.01) in both control plants and those
treated with different concentrations. These levels are
Methods and culture conditions 0.75, 0.91 and 1.1 μM.100 mg DW-1 respectively for plants stressed with sea water at 25, 50 and 100%. As for The Ninety seed of each species were peeled manually and their Atriplex canescens (Table 1), on one hand, that amount bracts were removed. They were sterilized in a 5% sodium hypo- of proline increases from roots to leaves in non-stressed chlorite solution for 3 min and then rinsed abundantly with distilled conditions. Leaves accumulated significantly lesser water. Afterwards, they were placed to germinate in cells filled with proline (0.54 100 mg DW-1) compared to other organs. mould and watered with distilled water every two days until plants On the other hand, this content increased in leaves and reached the stage of five to six leaves. The obtained plants were then individually planted out into plastic pots filled with a mixture of stems as the degree of increased stress level. In leaves, sterilized sand and mould (2 v/v) and with a layer of gravel in the the proline content changes rapidly in proportion to salt bottom to ensure drainage. The experiment was carried out in a concentration and double under pure sea water supply. semi-controlled greenhouse, temperatures was 20°C during the day On the contrary, in the roots, this compound decreases and 15°C during the night, and relative humidity ranged from 60 to significantly in plants stressed with 25% of sea water in 70%. The 180 pots were watered every two days with Hoagland nutrient solution, (Hoagland and Arnon, 1938) diluted to 1/1000 and comparison with the controls. This amount notably brought to 30% of field capacity for two months, and 60% for one increases with 50% sea water treatment and then month until stress application. decreases again in the most concentrated conditions to
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Table 1. Effect of salt stress (seawater) on proline content (μmole 100 mg-1 DW) in the organs of Atriplex halimus L. and Atriplex canescens (Pursh) Nutt.
Species Organ Control Seawater 25% Seawater 50% Seawater 100% Leaves 0.53±0.19c 0.75±0.28b 0.91 ±0.26ab 01.1 ±0.24a ** Atriplex halimus Stems 0.51± 0.2b 0.66±0.26ab 0.73±0.32a 0.77± 0.33a ** Roots 0.35± 0.11c 0.48±0.16bc 0.54± 0.14b 0.68± 0.25a
Leaves 0.54±0.05c 0.85±0.15b 0.93 ±0.18b 1.25± 0.19a ** Atriplex canescens Stems 0.69±0.17b 0.76±0.20ab 0.80±0.17ab 0.86±0.08a * Roots 0.75±0.15b 0.68±0.21b 0.90±0.18a 0.78±0.14ab *
Each value represents an average of 15 samples ± SD. Values bearing the same letter in each line (parameters) are not significantly different at p <0.05. **= 1% significance level, *= 5% significance level.
-1 Table 2. Effect of salt stress (NaCl + CaCl2) on proline content (μmol 100 mg DW) in the organs of Atriplex halimus L. and Atriplex canescens (Pursh) Nutt.
Species Organs Control 400 meq NaCl+ CaCl2 600 meq NaCl+ CaCl2 Leaves 0.53± 0.19b 0.90±0.25a 0.95±0.27a ** Atriplex halimus Stems 0.51± 0.21b 0.61±0.28b 0.88±0.31a ** Roots 0.35± 0.11b 0.65±0.17a 0.71±0.22a **
Leaves 0.54 ±0.05c 0.94 ±0.10b 1.06 ±0.12a ** Atriplex canescens Stems 0.69 ±0.17b 0.74 ±0.09b 0.92 ±0.09a ** Roots 0.75 ±0.15a 0.79 ±0.22a 0.72 ±0.20a
Each value represents an average of 15 samples ± SD. Values bearing the same letter in each line (parameters) are not significantly different at p <0.05. **= 1% significance level, *= 5% significance level.
become comparable to those of control roots. (Table 2). The data revealed that, in absence of salts, proline is more concentrated in the roots followed by
stems and leaves. In plants treated with different Effect of NaCl + CaCl2 on endogenous proline concentrations of salt, proline increased significantly in A.halimus plants under controlled condition, preferentially leaves and stems compared with the controls. It was accumulates proline in the leaves and stems in similar noticed that the amount of proline changes regularly -1 amounts (0.53 and 0.51 μM.100 mg DW , respectively), among leaves and stem under 600 meq of NaCl + CaCl2 whereas in roots it was 0.35 μM. 100 mg DW-1 reaching a maximum value which is two times higher (Table 2). As for the plantlets treated with combined salts, than the control. the amount of proline increases gradually as stress level was increased. In leaves of A. halimus there was more accumulation of proline than the other organs in both DISCUSSION control plants as well as in stressed ones. Under the control condition proline content was 0.53 μmoles.100 mg Present investigation demonstrated the capacity for DW-1, and it increased to 0.90 and 0.95 μmoles.100 mg synthesis and accumulation of proline in A. halimus L. DW-1 when it was treated with 400 and 600 meq NaCl + and A. canescens under the salinity stressed with sea CaCl2, respectively . water at 25, 50 and 100% and combined salts NaCl + Besides, the amount of proline in roots is more than CaCl2 at 400 and 600 meq. Even in the absence of salts, double (0, 65 and 0.71 μM.100 mg DW-1) in comparison both species synthesize and accumulate this amino acid with the controls (0.35 μM. 100mg DW-1). The highest with widely varying concentration. This accumulation proline content in the stem (0.88 0.35 μM. 100 mg DW-1) varies from one organ to another, from one species to was recorded with the stress at 600 meq. another, depending on the nature and intensity of stress. When A. canescens was treated with NaCl + CaCl2 with Although the roles attributed to the accumulation of different concentration there was significant difference proline on stress are multiple, its role in plant adaptation was noticed for proline content in leaves and stems to stress is still a subject of debate. The accumulation of
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proline has been demonstrated in halophytes (Hu et al., exposure of two genotypes of sorghum, one sensitive 1992), subjected to salt stress such as in A. halimus and the other tolerant, to 100 mM NaCl, causes an (Bidai, 2001; Martinez et al., 2005; Ben Hassine et al., increase in proline in all plant parts of the two genotypes, 2008), Sesuvium portulacastrum (Slama et al., 2007; especially in older leaves: 3rd and 4th leaves from the 2008) and Arabidopsis halophila (Ghars et al., 2008) or apex. Pakniyat and Armion (2007), confirm the subjected to drought stress (Ben Hassine et al., 2008). accumulation of proline in leaves of some slat-resistant This ability of plants to the synthesis and accumulation of beetroot genotypes. proline is also observed in many glycophytes, such as Changes in accumulation of proline in relation to barley (Hassani et al., 2008), durum (Taji et al., 2004), different organs, and nature and intensity of the stress, tomato (Hernandez et al., 2000) and Arabidopsis thaliana reflects, in our experimental conditions, the resistance (Ghars et al., 2008). ability of the two studied Atriplex species to various The results shown that in A. halimus stressed with sea culture media salinity levels. Our results confirm the water or combined salts (NaCl + CaCl2), accumula-tion of spread and accumulation of this amino acid in stems, proline occurs first in the root and moves towards the roots and leaves of A. canescens and A. halimus L., stems, and finally to leaves of both control plantlets and depending on the salts environment concentration. Di the stressed ones. This amino acid is mainly Martino et al. (2003) show that some plant species are concentrated in leaves. capable of synthesizing organic compatible solutes, such In the stems, the synthesis of proline is very slow. The as glycinebetaïnes and proline, and the kinetic recorded amount is almost the same under sea water accumulation depends on the stress intensity and its stress at 50 and 100%, contrary to the salt-stressed exposure duration. plants with combined salts which show a high content at Many studies show that proline migrates to the leaves high salinity (600 meq). Indeed, this amino acid increases especially in berseem (Ben Khaled et al., 2003) and in significantly under NaCl + CaCl2 salinity. In roots also, the some cultivars of wheat (Goudarzet and Pakniyat, 2009). accumulation of this amino acid increases significantly However, in other species, proline would be located in with salinity. roots (such as corn) (Rodriguez et al., 1997). In A. canescens, proline also accumulates in leaves According to De-Lacerda et al. (2003) and Kavi et al. when stressed by sea water at 25, 50 and 100% or (2005), significant amounts of proline accumulation in treated with 400 and 600 meq of NaCl + CaCl2. In treated higher plants, are normally a response to salinity to plantlets, this accumulation begins in roots and moves protect the cell by balancing the osmotic pressure of the towards stems and then leaves. However, in control cytosol vacuole and the external environment. This plants, the direction is leaves, stems and finally roots. In accumulation is due to the compartmentalization of the A. canescens, highly saline environments (100% sea amino acid, from which results the expression sites of water and 600 meq) cause a decrease in endogenous plant resistance to salt stress (Belkhodja and Benkablia, proline content in roots. In leaves and stems, this amino 2000). In addition, the transport of this amino acid from acid increases with salt environment concentration. the source (synthesis organ) to the site of resistance Present investigation was in accordance with those of appears to be an important factor in the plant acquisition Bidai (2001) who reports that in A. halimus L. stressed of resistance to salinity (Paquin et al., 1986). with NaCl + CaCl2 (400 and 600 meq) and sea water (50 Different opinions were put forward on the role of and 100%), proline evolution occurs, and mainly proline in resistance to salt stress. Stewart and Lee increases towards the foliar parts of the plant. (1974) reported that, there was a neutralizing effect in the Likewise, Slama et al. (2007) noticed a sharp increase compartments of the cell vis-à-vis the ionic compounds, in proline accumulation in leaves of a perennial especially in the vacuoles. According to Qian et al. halophyte, S. portulacastrum, stressed for 12 days with (2001), its accumulation contributes to the acquisition of 100 mM NaCl, which is about three times higher than the resistance through the osmotic adjustment controlled by control. proline. It could also intervene in the regulation of Ben Hassine et al. (2008) show that this amino acid cytoplasm pH (Denden et al., 2005) or as nitrogen and accumulates in A. halimus seedling leaves having carbon reserve plants use after the period of stress (Hare undergone a salt stress by adding NaCl 160 mM during et al., 1999; Zerrad et al., 2006). It has been reported that 10 days. Ould El Hadj-Khelil (2001) noticed that in tomato this compatible osmolyte stabilizes cell membranes by plants under stress of 200 mM NaCl, the accumulation of interacting with phospholipids, and functions as a proline is greater in young leaves than in the basal ones, collector of hydroxyl radicals, a source of energy and and application of a second salt treatment generates a nitrogen (Kavi et al., 2005). further increase in the amino acid. This increase is more In regard to the influence of different organs, this study important when leaf tissues are young and salinity is shows that whatever the nature of stress, stems, roots high. and leaves of A. canescens synthesize and accu-mulate Present investigation is in conformity with the earlier higher nitrogen compound than in A. halimus when findings of De-Lacerda et al. (2001), who noticed that treated with NaCl + CaCl2 with different concen tration. In
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controls, the proline content is identical in leaves of the methods of analysis. Published by the A.O.A.C., PO. box 540, two species, but it is higher in stems and roots of A. Washington. Belkhodja M, Benkablia M (2000). Proline response of faba bean (Vicia canescens. These results are in accordance with those faba L.) under salt stress. Egyptian J. Agric. Res., 78(1): 185-195. noticed by Glenn et al. (1992, 1994, 1996). Ben Ahmed H, Manaa A, Zid E (2008). Salinity tolerance of a short According to Glenn and Brown (1998), tolerance to cycle Poaceae: foxtail (Setaria verticillata L.) Summary Biology, water deficit and salt stress in A. canescens is related Tunisia, 331: 164-170. + Ben Hassine A, Ghanem ME, Bouzid S, Lutts S (2008). An inland and a to a common mechanism of absorption of Na , which is coastal population of the Mediterranean xero-halophyte species used directly for osmotic adjustment. Atriplex halimus L. differ in their ability to accumulate proline and As proline is one of organic osmolyte that accumulates glycinebetaine in response to salinity and water stress J. Exp. Bot., 59: in higher plants in response to environmental stresses 1315-1326. Ben Khaled L, Morte GA, Honrubia M, Oihabi A (2003). Effect of salt (Hanson et al., 1977; Dix and Pearce, 1981). Numerous stress in hydroponic on clover inoculated with Rhizobium. National studies have shown a positive relationship between the Inst. Agron. Res., 23: 553-560. accumulation of proline and stress tolerance of plants, Bidai Y (2001). The metabolism of proline in Atriplex halimus L. to but some believe that increasing the concentration of this salinity stress. Magister thesis in plant physiology, University of Oran Senia, p. 83. compound under stress is a consequence and not an Charmard P (1993). Environment and development. 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