Universidade Federal De Mato Grosso Faculdade De Medicina Programa De Pós-Graduação Em Ciências Da Saúde Área De Concentração Farmacologia

UNIVERSIDADE FEDERAL DE MATO GROSSO FACULDADE DE MEDICINA PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM CIÊNCIAS DA SAÚDE ÁREA DE CONCENTRAÇÃO FARMACOLOGIA

Avaliação da atividade antimicrobiana, antioxidante e análise fitoquímica preliminar de plantas medicinais utilizadas pelas populações da região do Vale do Juruena e microrregião no Norte Araguaia, Mato Grosso, Brasil

LARISSA IRENE DA SILVA

Cuiabá – MT 2015

UNIVERSIDADE FEDERAL DE MATO GROSSO FACULDADE DE MEDICINA PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM CIÊNCIAS DA SAÚDE ÁREA DE CONCENTRAÇÃO FARMACOLOGIA

LARISSA IRENE DA SILVA

Dissertação apresentada à Coordenação do Programa de Pós-Graduação em Ciências da Saúde, Faculdade de Medicina, Universidade Federal de Mato Grosso, como requisito parcial para a obtenção do Título de Mestre em Ciências da Saúde, Área de concentração Farmacologia.

Orientador: Prof. Dr. Domingos Tabajara de Oliveira Martins

Cuiabá – MT 2015

Esta dissertação foi submetida como parte integrante dos requisitos à obtenção do Grau de Mestre em Ciências da Saúde, Área de Concentração Farmacologia, outorgado pela Universidade Federal de Mato Grosso, e encontra-se à disposição dos interessados na Biblioteca Central da UFMT.

A citação de qualquer trecho desta Dissertação é permitida, desde que seja feita em conformidade com as normas éticas.

______Larissa Irene da Silva

Dissertação aprovada em: 27/08/2015

______Prof. Dr. Domingos Tabajara de Oliveira Martins (Orientador)

______Profª. Dra. Neyres zínia Taveira de Jesus (Membro interno)

______Prof. Dr. João Vicente Braga de Souza (Membro externo)

______Prof. Dr. Fabrício Azevedo Voltarelli (Membro suplente)

DEDICATÓRIA

A Deus, por ter me agraciado com o dom da vida. À minha honrada família do coração, que fizeram de mim o que sou hoje, minha avó Maria Alair do Carmo (in memorian), e minhas madrinhas Maria Nair do Carmo e Anadir Benedita do Carmo.

V AGRADECIMENTOS

Ao meu pai na ciência, o grande mestre Prof. Dr. Domingos Tabajara de Oliveira Martins, pela dedicação incondicional ao meu amadurecimento científico, orientação, grande desprendimento em ajudar e sincera amizade que demonstra. À Universidade Federal de Mato Grosso e ao Programa de Pós-Graduação em Ciências da Saúde da Faculdade de Medicina (FM), pela oportunidade de formação acadêmica. Ao Prof. Dr. Amilcar Sabino Damazo, Coordenador do Programa de Pós-Graduação em Ciências da Saúde - FM/UFMT, durante o período de realização deste mestrado, pelo apoio na realização do mesmo; Ao Prof. Dr. Alexandre Paulo Machado, pelo auxílio e apoio físico e material durante a realização dos nossos experimentos. À Dra. Isanete Geraldini Costa Bieski, pelas incansáveis coletas de plantas na região do Vale do Juruena; Ao Me. Reginaldo Vicente Ribeiro, doutorando do Programa de Pós-Graduação em Ciências da Saúde - FM/UFMT, pelas incansáveis coletas de plantas no Microregião do Norte Araguaia; À Ma. Larissa Maria Lemos Scalon, doutoranda do Programa de Pós-Graduação em Ciências da Saúde - FM/UFMT, minha mãe e amiga na ciência, pelas horas incansáveis de discussões, orientações e experimentos. À Prof. Dr. Ivana Maria Póvoa Violante, pós-doc do Programa de Pós-Graduação em Ciências da Saúde - FM/UFMT, a quem eu dirijo minha sincera admiração e respeito, pela condução, mediação e orientação deste trabalho, e pelas sábias palavras de amizade. À Ma. Vanessa Fátima Gazoni, doutoranda do Programa de Pós-Graduação em Ciências da Saúde - FM/UFMT, pelos ensinamentos no laboratório e pela condução dos estudos realizados. Aos doutores Iberê Ferreira da Silva Júnior, Sikiru Olaitan Ballogun, Programa de Pós-Graduação em Ciências da Saúde - FM/UFMT, pelo carinho, amizade e auxílio incondicional durante a realização deste trabalho, verdadeiros pensadores e inspiração para concretização deste trabalho.

Aos grandes amigos do Laboratório de Farmacologia - FM/UFMT: Eduarda Pavan, Thais Campos Dias da Cruz, Heron Fernandes Vieira Torquato, Suellen Iara Guirra Rosa, Guillherme Vieira Botelho de Almeida, Darley Maria Oliveira, Lucas Olivo Martins Pereira, Fabiana de Freitas Figueiredo, Danielle Ayr Tavares de Almeida, Luciano Mafioleti, Ruberlei Godinho de Oliveira pela amizade, V companheirismo e ajuda durante o mestrado. I Aos grandes amigos do Programa de Pós-Graduação em Ciências da Saúde - FM/UFM: Aurelio Rosa da Silva Junior, Helen Aguiar Lemes da Silva, Regiane Rodrigues Festi, Marilene Borges S. Passos, Lidiane Rodrigues Alem e Juliana Ramos Leones, pelo companheirismo, ajuda nos estudos em grupo, as disciplinas cursadas, os bons e os maus momentos dos primeiros anos do mestrado. À Maria Cristina Fuzari, mestranda do Programa de Pós-Graduação em Ciências da Saúde - FM/UFMT e técnica do Laboratório de Farmacologia- FM/UFMT, pela ajuda incondicional atendendo a todas as demandas deste estudo, pela amizade construída, além de extenso carinho, paciência, dedicação e amor pelo trabalho. Ao Me. Joaquim Corsino da Silva Lima, doutorando do Programa de Pós-Graduação em Ciências da Saúde - FM/UFMT e técnico do Laboratório de Farmacologia- FM/UFMT, pela grande ajuda durante as padronizações experimentais e pela amizade construída e solidificada. Agradeço às bolsistas Adna Quesia Costa de Oliveira, Flavia da Conceição Pardinho e Taina Frances de Arruda, graduandas em Engenharia de Alimentos do Instituto Federal de Educação, Ciência de Tecnologia - IFMT/Campos de Cuiabá/MT, pelas incontáveis horas trabalhadas e por comporem uma excelente equipe de trabalho. Agradeço, ainda, aos voluntários com quem construí belas amizades nesses longos anos, em especial os estudantes da Faculdade de Enfermagem FAEN/UFMT, Ana Cláudia Propodoski de Souza, Igor Leles Lima e Rafaella Vila. Aos estagiários do Instituto Federal de Educação, Ciência de Tecnologia - IFMT/Campos de Cuiabá/MT Luigui Teodoro, Mariane Carmo Maia, Felipe Ovando, Manoel Ávila, Walérian Pinheiro Soares e Regiane Espírito Santo pela ajuda no andamento do trabalho em todos os sentidos. Aos alunos de iniciação científica, João Filipe Costa Alves Pereira e Thaissa Blanco Bezerra, pelo auxílio imprescindível nos experimentos.

VII À Yasmim, Letícia Siqueira, Letícia Tessaro, Phamela Duarte e Geovane Castilho, equipe que fez parte direta ou indiretamente da elaboração com maestria deste estudo. Agradeço também à Gabriela Maria Franz, pela ajuda integral na finalização dos experimentos desta dissertação e pela amizade construída nesse ínterim. Agradeço aos estudantes da Faculdade de Enfermagem FAEN/UFMT que compuseram a primeira turma para qual lecionei aulas de forma efetiva, em especial à Ariane Cristine de Carvalho Brito, pelas enormes contribuições na revisão deste trabalho, bem como pela fiel e sincera amizade solidificada com nossas discussões sobre a ciência. Agradeço aos meus colegas e amigos pelo companherismo, apoio e incentivo desde quando nasceu a ideia em se fazer o mestrado, bem representados por Mayrene Dias de Sousa Moreira e Lays Andrade de Oliveira Agradeço à família DITSUS, meu primeiro grupo de pesquisa da Faculdade de Enfermagem FAEN/UFMT que consolidou meu Eu como pesquisador, em especial às professoras Laura Filomena Santos Araújo e Roseney Bellato. Às agências de fomento CNPq e FAPEMAT pelo auxílio financeiro, essenciais ao desenvolvimento do projeto de pesquisa. Ao Instituto Nacional de Ciência e Tecnologia de Áreas Úmidas (INCT INAU) e Centro de Pesquisa do Pantanal (CPP), também pelo apoio financeiro. Ao Prof. Me. Benedito Luis Figueredo, Coordenador do Biotério Central da Universidade Federal de Mato Grosso, pelo fornecimento dos animais utilizados nos experimentos. À Prof. Drª Célia Regina Araújo Soares da Universidade do Estado de Mato Grosso, Curadora do Herbário da Amazônia Meridional, pela identificação das plantas. Às secretárias do Programa de Pós-Graduação e Graduação em Ciências da Saúde- FM/UFMT, e Graduação em medicina-FM/UFMT: Hélida Leseux, Juliana Rodrigues, V Daniela Ribeiro e Greici Müllher pelas orientações administrativas. II Enfim, a todos que de forma direta ou indireta, colaboraram para a execução deste trabalho.

VIII

“A tarefa não é tanto ver aquilo que ninguém viu, mas pensar o que ninguém ainda pensou sobre aquilo que todo mundo vê.”

(Arthur Schopenhauer) IX

LISTA DE FIGURAS

Figura 01. Estrutura celular de bactérias Gram-positivas e Gram-negativas. Fonte: Adaptado Goodman; Gilman (2011)...... 40

Figura 02. Colônias de fungos de micoses oportunistas, leveduras. Fonte: LEPAC-UEM (2014)...... 43

Figura 03. Colônia de fungo filamentoso e de micoses cutâneas dermatófitos. Fonte: LEPAC-UEM (2014)...... 43

Figura 04. Linha de tempo das principais descobertas antimicrobianas. Fonte: Elaborada pela autora (2015)...... 45

Figura 05. Mecanismo de ação das principais classes de drogas antibacterianas. Fonte: Brasil (2007)...... 46

Figura 06. Linha de tempo de desenvolvimento e evolução da resistência aos antibióticos. O primeiro tracejado indica o desenvolvimento e o segundo o surgimento da resistência. Fonte: Adaptado, Clatworthy et al. (2007)...... 47

Figura 07. Biomas de Mato Grosso. Fonte: SEMA (2014)...... 50

Figura 08. Localização da area de estudo, Vale do Juruena, Mato Grosso, Brasil. Fonte: Google imagens (2014)...... 51

Figura 09. Localização da area de estudo, Norte do Araguaia, Mato Grosso, Brasil. Fonte: Abreu (2006)...... 52

Figura 10. Fontes e respostas celulares às Espécies Reativas (ER) de Oxigênio (ERO), de Nitrogênio (ERN), derivados de Enxofre (ERS), de Cloro (ERCl), decarbono (ERC) e metais de transição [Mn+]. Fonte: Adaptado, Vasconcelos et al. (2007)...... 53 X

Figura 11. Rota de biossíntese dos metabólitos especiais das plantas. Fonte: Simões et al. (2010)...... 56

Figura 12. Layout da placa de 96 poços. Fonte: Elaborada pela autora (2015)...... 66

Figura 13. Representação esquemática da concentração bactericida mínima - CBM e concentração fungicida mínima CFM. Fonte: Elaborada pela autora (2015)...... 67

Figura 14. Atividade antioxidante pelo sequestro do radical livre 1,1-difenil-2-picril- hidrazil - DPPH. Fonte: Elaborada pela autora (2015)...... 69

Figura 15. Atividade antioxidante pela captura do radical livre óxido nítrico - NO. Fonte: Elaborada pela autora (2015)...... 70

Figura 16. Atividade antioxidante pelo poder redutor sobre o íon férrico - FRAP. Fonte: Elaborada pela autora (2015)...... 71

XI LISTA DE QUADROS

Quadro 01: Relação das drogas, reagentes e corantes usados nos ensaios biológicos/farmacológicos...... 62 Quadro 02: Relação dos equipamentos usados nos ensaios biológicos/farmacológicos...... 63

XII

LISTA DE TABELAS

Tabela 01. Principais causas de morte no mundo. Fonte: OMS (2013)...... 38

Tabela 02. Plantas medicinais utilizadas popularmente na região do Vale do Juruena, Mato Grosso, Brasil (2013-2014)...... 73

Tabela 03. Plantas medicinais utilizadas popularmente na microregião do Norte Araguaia, Mato Grosso, Brasil (2013- 2014)...... 75

Tabela 04. Avaliação da atividade antibacteriana de extratos hidroetanólicos de plantas medicinais utilizadas para o tratamento de infecções pela população da Região do Vale do Juruena, Mato Grosso, Brasil...... 77

Tabela 05. Avaliação da atividade antibacteriana de extratos hidroetanólicos de plantas medicinais utilizadas para o tratamento de infecções pela população da microregião do Norte Araguaia, Mato Grosso, Brasil...... 79

Tabela 06. Avaliação da atividade antifúngica de extratos hidroetanólicos de plantas medicinais utilizadas para o tratamento de infecções pela população da Região do Vale do Juruena, Mato Grosso, Brasil...... 81

Tabela 07. Avaliação da atividade antifúngica de extratos hidroetanólicos de plantas medicinais utilizadas para o tratamento de infecções pela população da microrregião do Norte Araguaia, Mato Grosso, Brasil...... 83

Tabela 08. Avaliação da atividade antioxidante de extratos hidroetanólicos de plantas medicinais utilizadas para o tratamento de infecções pela população da região do Vale

do Juruena, Mato Grosso, Brasil. Determinação do conteúdo de fenóis totais, flavonoides totais e cumarinas...... 85

Tabela 09. Avaliação da atividade antioxidante de extratos hidroetanólicos de plantas medicinais utilizadas para o tratamento de infecções pela população da microregião do Norte Araguaia, Mato Grosso, Brasil. Determinação do conteúdo de fenóis totais, flavonoides totais e cumarinas...... 88

XIII

ANEXOS

ANEXO A - Autorização da Secretaria Municipal de Saúde de Juína, SMS/JUINA/2010...... 119 ANEXO B -Autorização do Comitê de Ética em Pesquisa, Hospital Universitário Júlio Muller, CEP/HUJM/2008...... 120 ANEXO C- Autorização da Secretaria Estadual do Meio ambiente, SEMA- MT/2011...... 121 ANEXO D-Autorização da Secretaria Municipal de Agricultura Mineração e Meio SMMA/JUINA/2008...... 122 ANEXO E - Processo arquivado Departamento de Patrimônio Genético, Ministério do Meio Ambiente, DPG/MMA/2013...... 123 ANEXO F- Autorização de acesso de remessa de amostra de componente do patrimônio genético, CNPq/2013...... 124 ANEXO G -Autorização CEP/HUJM/2012, plataforma Brasil...... 125 ANEXO H - Autorização SEMA-MT/2013...... 126 ANEXO I - Autorização DPG/MMA/2014...... 126

XIV

LISTA DE SIGLAS E ABREVIATURAS

ANVISA Agência Nacional de Vigilância Sanitária Coleção cultivada tipo americana (American Type Culture ATCC Collection) ATP Adenosinatrifosfato EROs Espécies reativas de oxigênio CBM Concentração Bactericida Mínima CFM Concentração Fungicida Mínima DPPH 1,1-diphenil-2-pycrilhidrazila FRAP Poder redutor do íon férrico NO Óxido nítrico IRAS Infecções Relacionadas à Assistência à Saúde OMS Organização Mundial de Saúde CDC Centros de Controle e Prevenção de Doenças SEMA Secretaria Estadual do Meio Ambiente Secretaria de Estado de Planejamento e Desenvolvimento do SEPLAN Estado do Amazonas LPS Lipopolissacarídeo OprD, OmpK Porinas SIH Sistema de Internação Hospitalar do Sistema Único de Saúde SUS Sistema Único de Saúde DNA Ácido-desoxirribonucléico RNA Ácido-ribonucléico ER Espécie Reativa ERO Espécie Reativa de Oxigênio ERN Espécie Reativa de Nitrogênio ERS Espécie Reativa derivado de Enxofre ERCl Espécie Reativa de Cloro ERC Espécie Reativa de Carbono

O2 Radical superóxido OH Hidroxila

RO2 Peroxila

HO2 Hidroperoxila

H2O2 Peróxido de hidrogênio HOCl Ácido hipocloroso

O3 Ozônio SOD Superóxidodesmutase CAT Catalase GPx Glutationaperoxidase GSH Glutationa reduzida Vitamina E Tocoferol Vitamina C Ácido ascórbico SNC Sistema nervoso central (SNC) CIM Concentração inibitória mínima CEP Código de Endereçamento Postal HUJM Hospital Universitário Júlio Muller CGEN Conselho de Gestão do Patrimônio Genético MMA Ministério do Meio Ambiente SISBIO Sistema de Autorização e Informação em Biodiversidade O Instituto Brasileiro do Meio Ambiente e dos Recursos Naturais IBAMA Renováveis UFMT Universidade Federal de Mato Grosso HERBAM Herbário da Amazônia Meridional DMSO Dimetilsulfóxido ou sulfóxido de dimetilo BHI Brain Heart Infusion Instituto de padrões clínicos e laboratoriais CLSI Clinical and Laboratory Standards Institute NO¯2 Nitrito NO¯3 Nitrato pH Potencial hidrogeniônico Fe3+-TPTZ Férrico tripiridiltriazina FeII-TPZ Complexo ferroso

Fe Cl3 Cloreto de ferro (III)

XVI RESUMO

AVALIAÇÃO DA ATIVIDADE ANTIMICROBIANA, ANTIOXIDANTE E ANÁLISE FITOQUÍMICA PRELIMINAR DE PLANTAS MEDICINAIS UTILIZADAS PELAS POPULAÇÕES DA REGIÃO DO VALE DO JURUENA E MICRORREGIÃO NO NORTE ARAGUAIA, MATO GROSSO, BRASIL. SILVA, L. I. Dissertação apresentada ao Programa de Pós-Graduação em Ciências da Saúde da Faculdade de Medicina da Universidade Federal de Mato Grosso, como requisito final para a obtenção do título de Mestre em Ciências da Saúde. Área de concentração: farmacologia de produtos naturais.

As doenças infecciosas estão entre as dez principais causas de óbitos no mundo. Os produtos naturais são fontes importantes de antibióticos. Sendo assim este trabalho se propõe a avaliar a atividade antibacteriana, antioxidante e bioprospectar alguns metabólitos secundários de plantas de uso popular na região do Vale do Juruena, e microrregião do Norte Araguaia, Mato Grosso, Brasil. Uma amostra de cada planta foi depositada no depositadas no Herbário da UFMT e no HERBAM. Os extratos das 99 espécies foram obtidos por maceração em solução hidroetanólica a 70%. A atividade antimicrobiana foi avaliada pelo método microdiluição em caldo, pelo qual se determinou a concentração inibitória mínima (CIM). Claritromicina e anfotericina (0,39 - 50 µg/mL), foram utilizadas como padrões, bacterianos e fúngicos, respectivamente. A capacidade antioxidante foi determinada pelos ensaios de DPPH, FRAP e NO usando-se ácido ascórbico como padrão, e, para este último quercetina. Dois extratos hidroetanólicos destacaram-se pelo amplo espectro de atividade antibacteriana: Bauhinia glabra (EHBg) e Terminalia argentea (EHTa). O EHBg apresentou boa atividade antibacteriana frente à Klebsiella pneumoniae (CIM = 25 µg/mL), moderada frente a Enterococcus faecalis (CIM = 200 µg/mL) e Streptococcus pyogenes (CIM = 400 µg/mL) e fraca atividade contra Escherichia coli, Pseudomonas aeruginosa, Salmonella typhimurium, Shigella flexneri, Staphylococcus epidermidis e Bacillus subtilis (CIM = 800 µg/mL). O EHTa apresentou moderada atividade contra Staphylococcus aureus (CIM = 200 µg/mL), Enterococcus faecalis, Streptococcus pyogenes, Staphylococcus epidermidis e Bacillus subtilis (CIM = 400 µg/mL). Dois extratos hidroetanólicos destacaram-se pelo amplo espectro de atividade antifúngico: Bertholletia excelsa (EHBe), Cochlospermum regium (EHCch)e Qualea grandiflora (EHQg). O EHBe apresentou moderada atividade contra Aspergillus terreus (CIM = 100 µg/mL), Aspergillus fumigatus (CIM = 200 µg/mL), Candida glabrata e Cryptococcus neoformans (CIM = 400 µg/mL), e fraca atividade contra Candida albicans e Candida tropicalis (CIM = 800 µg/mL).O EHCch apresentou boa atividade contra Penicillium verrucosum, Trichophyton mentagrophytes e Microsporum gypseum (CIM = 6,25 µg/mL), moderada contra Candida albicans, Candida albicans fluconazol-resistente, Aspergillus fumigatus (CIM = 400 µg/mL) e fraca contra Aspergillus niger, Aspergillus parasiticus e Aspergillus terreus (CIM = 800 µg/mL). O EHQg demonstrou boa atividade frente a Trichophyton rubrum (CIM = 12,5 µg/mL) e fraca atividade contra Candida albicans, Candida albicans fluconazol-resistente, Candida tropicalis e Cryptococcus neoformans, Aspergillus fumigatus, Aspergillus niger, Aspergillus parasiticus, e Aspergillus terreus (CIM = 800 µg/mL). Se destacaram pela sua atividade antioxidante, nos modelos de DPPH e FRAP, respectivamente, EHBe (CI50 = 0,39 ± 0,08 e 65,00 ± 8,67 µg/mL), Cariniana rubra (CI50 = 0,44 ± 016 E 64,00 ± 4,43 µg/mL) e Cedrela odorata (IC50 = 0,56 ± 0,08 and 56,37 ± 0,75µg/mL), nenhum extrato hidroetanólico testado exibiu CI no modelo de NO. Os teores de fenois totais nos extratos hidroetanólicos variaram de 0,06 a 10,91 mgEAt/g, os de flavonoides totais de 0,01 a 4,40 mgER/g e os de cumarinas, apresentarajm variação de 0,011 a 2,09 mgEC/g. Os resultados apontam a existência de componentes biológicamente ativos nas plantas medicinais da região do Vale do Juruena e microrregião no Norte Araguaia, ratificando seu o uso popular para o tratamento de infecções. Essas propriedades revelaram um grande potencial antimicrobiano e antioxidante dos extratos que poderiam ser aplicados futuramente na indústria farmacêutica, alimentar e cosmética.

Palavras-chave: plantas medicinais, Floresta Amazônica, antimicrobiano, antioxidante.

XVII

ABSTRACT

EVALUATION OF ANTIMICROBIAL AND ANTIOXIDANT ACTIVITY AND PHYTOCHEMICAL BIOPROSPECTION OF MEDICINAL PLANTS USED BY TRADITIONAL COMMUNITIES OF THE REGION OF JURUENA VALLEY REGION AND MICRO REGION IN NORTH ARAGUAIA, MATO GROSSO, BRAZIL. SILVA, L. I. Qualification presented to the Post-graduation program in Health Sciences of the University of Medicine of the Federal University of MatoGrosso, as a partial requirement for the acquisition of the title of Master in Health Sciences in the field of: Pharmacology of Natural Products.

Infectious diseases are among the ten leading causes of deaths worldwide. Natural products are important sources of antibiotics. Thus, this study aims to evaluate the antibacterial activity, antioxidant and bioprospect some secondary metabolites of popular use of plants in the region of the Juruena Valley and micro-region in North Araguaia, Mato Grosso, Brazil. A sample of each was deposited in deposited in the Herbarium of UFMT and HERBAM. The extracts of the 99 species were obtained by maceration in hydroethanol 70% solution. The antimicrobial activity was evaluated by the microdilution broth method by which it was determined the minimum inhibitory concentration (MIC), clarithromycin and amphotericin (0,39 - 50 µg/mL), were used as standards, bacterial and fungal, respectively. The antioxidant capacity was determined by DPPH, FRAP and NO using ascorbic acid as a standard, and for the latter quercetin. Two hydroethanolic statements highlighted by the broad spectrum of antibacterial activity: Bauhinia glabra (EHBg) and Terminalia argentea (EHTa). The EHBg showed good antibacterial activity against Klebsiella pneumoniae (MIC = 25 µg/mL), moderate against Enterococcus faecalis (MIC = 200 µg/mL) and Streptococcus pyogenes (MIC = 400 µg/mL) and weak activity against Escherichia coli, Pseudomonas aeruginosa, Salmonella typhimurium, Shigella flexneri, Staphylococcus epidermidis e Bacillus subtilis (MIC = 800 µg/mL). The EHTa showed moderate activity against Staphylococcus aureus (MIC = 200 µg/mL), Enterococcus faecalis, Streptococcus pyogenes, Staphylococcus epidermidis e Bacillus subtilis (MIC = 400 µg/mL). Two hydroethanolic extracts highlighted by the broad spectrum of antifungal activity: Bertholletia excelsa (EHBe), Cochlospermum regium (EHCch) andd Qualea grandiflora (EHQg). The EHBe showed moderate activity against Aspergillus terreus (MIC = 100 µg/mL), Aspergillus fumigatus (MIC = 200 µg/mL), Candida glabrata and Cryptococcus neoformans (MIC = 400 µg/mL), and weak activity against Candida albicans and Candida tropicalis (MIC = 800 µg/mL). The EHCch showed good activity against Penicillium verrucosum, Trichophyton mentagrophytes and Microsporum gypseum (MIC = 6,25 µg/mL), moderate against Candida albicans, Candida albicans fluconazole-resistent, Aspergillus fumigatus (MIC = 400 µg/mL) and weak against Aspergillus niger, Aspergillus parasiticus and Aspergillus terreus (MIC = 800 µg/mL). The EHQg showed good activity against Trichophyton rubrum (MIC = 12,5 µg/mL) and weak against Candida albicans, Candida albicans fluconazole-resistent, Candida tropicalis and Cryptococcus neoformans, Aspergillus fumigatus, Aspergillus niger, Aspergillus parasiticus, and Aspergillus terreus (MIC = 800 µg/mL). Stood out for their antioxidant activity in models of DPPH and FRAP, respectively, EHBe (IC50 = 0,39 ± 0,08 e 65,00 ± 8,67 µg/mL), Cariniana rubra (IC50 = 0,44 ± 016 E 64,00 ± 4,43 µg/mL) and Cedrela odorata (IC50 = 0,56 ± 0,08 and 56,37 ± 0,75µg/mL), no hydroethanolic extract tested exhibited IC in the model. The total phenols content in hydroethanolic extracts ranged from 0,06 - 10,91 mgEAt/g, the total flavonoids 0,01 a 4,40 mgER/g and the coumarins showed variation from 0,011 - 2,09 mgEC/g. The results show the existence of biologically active components in medicinal plants Juruena Valley region and micro region in North Araguaia, confirming its popular use for the treatment of infections. These properties showed strong antimicrobial and antioxidant potential of extracts that could be applied in the future in the pharmaceutical, food and cosmetics.

Keywords: medicinal plants, the Amazon Rainforest, antimicrobial, antioxidant.

36 XVIII

SUMÁRIO

1. INTRODUÇÃO ...... 38 1.1 Infecções ...... 38 1.1.1 Epidemiologia ...... 38 1.1.2 Microrganismos ...... 40 1.1.2.1 Bactérias ...... 40 1.1.2.2 Fungos ...... 42 1.1.3 Antimicrobianos ...... 45 1.2 Plantas medicinais ...... 49 1.4 Espécies reativas de oxigênio (EROs) ...... 53 1.5 Metabólitos especiais das plantas ...... 56 2. JUSTIFICATIVA ...... 60 3. OBJETIVOS ...... 62 3.1. Geral ...... 62 3.2. Específicos ...... 62 4. MATERIAIS ...... 62 4.1 Material botânico ...... 62 4.2 Microrganismos ...... 63 4.3 Drogas e reagentes ...... 64 4.4 Equipamentos ...... 65 5. MÉTODOS ...... 66 5.1 Obtenção do extrato hidroetanólico ...... 66 5.2 Seleção das plantas medicinais ...... 66 5.3 Avaliação da sensibilidade microbiana ...... 67 5.3.1 Bactérias ...... 67 5.3.3 Fungos ...... 67 5.4 Concentração Bactericida Mínima (CBM) e Concentração Fungicida Mínima (CFM) ...... 68 5.5 Atividade antioxidante ...... 69 5.5.1 Sequestro do radical livre DPPH ...... 69 5.5.2 Captura do radical livre óxido nítrico NO ...... 70

5.5.3 Captura do radical FRAP ...... 71 5.6 Análises fitoquímicas ...... 72 5.6.1 Quantificação de fenois totais, flavonoides totais e cumarinas ...... 73 5.6.1.1 Teor de fenois totais ...... 73 5.6.1.2 Teor total de flavonoides ...... 73 5.6.1.3 Teor de cumarinas ...... 74 6. RESULTADOS ...... 74 6.1 Avaliação da susceptibilidade antimicrobiana ...... 77 6.1.1. Bactérias ...... 77 6.1.1. Fungos ...... 81 6.2 Concentração Bactericida Mínima (CBM) e Concentração Fungicida Mínima(CFM) ...... 86 6.3. Antioxidantes ...... 86 6.4 Análises fitoquímicas ...... 90 7. DISCUSSÃO ...... 91 8. CONCLUSÃO ...... 105 9. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS ...... 107

1. INTRODUÇÃO

1.1 Infecções

Por definição, infecção é a invasão de microrganismos no interior de células de um ser vivo que se proliferam e multiplicam-se nos tecidos. Podem ser de origem endógena, da própria microbiota do paciente; exógena, de reservatórios; de vetores, como o próprio paciente; ou da equipe de saúde e provenientes de artigos hospitalares (Brasil, 2013a).

1.1.1 Epidemiologia

Ao longo da história da humanidade as infecções desempenham papel relevante no que tange ao surgimento de doenças infecciosas de caráter endêmico ou epidêmico, pois levaram a efeitos devastadores no passado, e, infelizmente, continuam apresentando altas taxas de morbimortalidade (Al-Waili et al., 2011). Nesse sentido, algumas das piores epidemias que ceifaram e ainda levam inúmeras vidas são: a varíola, a gripe de 1918, a peste negra, a malária, a tuberculose, a cólera, a AIDS, a febre amarela, o tifo epidêmico e a poliomielite. Essas doenças dizimaram populações inteiras, algumas até exterminaram raças, causaram mais mortes que as guerrase desempenharam um papel importante no decorrer da história (Trabulsi; Alterthum, 2008). Já no fim do século XIX, acreditava-se que as infecções estavam sob controle, em função das melhorias nas condições de vida associadas às ações de saneamento ambiental, com o advento dos antibióticos e das vacinas (Cos et al., 2006). Entretanto, concomitantemente houve difusão alarmante de infecções fúngicas, como resultado dos imunocomprometimentos associados à síndrome da imunodeficiência adquirida (SIDA), quimioterapia anticancerígena, transplantes, e patologias coligadas à idade, em idosos e neonatos (Miceli et al., 2011). Embora haja aumento da sobrevida desses pacientes, as infecções fúngicas oportunistas ainda são responsáveis por uma grande parcela de óbitos dos imunocomprometidos (Kagan et al., 2012). Ademais, animais e plantas também podem

ser esporadicamente infectados, sendo que estes representam perdas incalculáveis para a produção agrícola (Sassahara et al., 2003; Andrade; Graciolli, 2005). Nesse contexto, as infecções mais comuns atualmente são os distúrbios do trato gastrointestinal, sendo estes os responsáveis pela morte de até 3 milhões de crianças em idade pré-escolar nos países em desenvolvimento. A diarréia, em especial, é a principal causa de morbidade e mortalidade, ocupando 6,9% da taxa de mortalidade geral (Tekwu et al., 2012). Entre os casos de mortalidade infantil, 70% deles são configurados por infecções microbianas, também em países em desenvolvimento. A grande ocorrência de doenças infecciosas nesses países está associada à ingestão de alimentos e água contaminada; doenças como malária e febre amarela, transmitidas por vetores; doenças respiratórias, como meningite e zoonoses, como a raiva (Kuete, 2010). Podemos observar, diante do exposto, que, apesar dos grandes avanços na medicina, as doenças infecciosas estão entre as dez principais causas de óbitos no mundo (Tabela 01), embora tenham apresentado queda no panorama mundial, são responsáveis por grande parte da morbimortalidade, especialmente em países subdesenvolvidos (OMS, 2013).

Tabela 01. Principais causas de morte no mundo.

Fonte: OMS (2013).

Evidenciou-se que, em países de baixa renda, 4 em cada 10 mortes são de crianças, com predomínio de óbitos causados porinfecções respiratórias

inferiores, HIV/AIDS, doenças diarreicas, malária e tuberculose; nesse aspecto, o HIV revelou-se a terceira causa de mortes de homens na faixa etária de 20 a 39 anos. Compreende-se que inúmeras doenças infeciosas foram devastadoras no passado. Embora algumas delas tenham sido erradicadas, tem-se observado incidência crescente e nova distribuição geográfica delas.

1.1.2 Microrganismos

Os microrganismos estão presentes no solo, no ar, em matéria orgânica e também em ambientes aquáticos. Dentre eles, as bactérias possuem importância ecológica relevante, já que são os principais autores da reciclagem da matéria orgânica e ciclo do nitrogêncio (XXXX). Além destas, os fungos são amplamente utilizadas no combate às pragas na agricultura; atuam como fertilizantes; auxiliamem processos digestivos, tanto em animais, quanto em seres humanos. Ademais, vale ressaltar que ambos possuem uso farmacêutico e cosmético bem difundido (Wu; Lewis, 2013).

1.1.2.1 Bactérias

As bactérias são seres microscópicos, cosmopolitas que se multiplicam em grande velocidade e, muitas delas, são prejudiciais à saúde do homem, podendo causar inúmeras patologias. Suas estruturas podem ser observadas através de técnica colorimétrica, sendo classificadas em Gram-positivas e Gram-negativas, aproximadamente iguais em número e importância. As diferenças entre elas dizem respeito à composição química, estrutura, permeabilidade da parede celular, fisiologia, metabolismo e patogenicidade (Almeida, 2013). As bactérias Gram-positivas (Figura 01) possuem uma camada de peptidioglicano mais espessa que corresponde a 90% de sua parede celular; proteínas e ácidos teicóicos representam 50% da massa seca da parede bacteriana, facilitando a ligação e a regulação da entrada e saída de cátions na célula (Nikaido, 1989; Hawley; Ruebush, 2009).

Dentre o gênero das bactérias Gram-positivas associadas às mais importantes afecções clínicas destacam-se o gênero Staphylococcus, frequentemente associado ao quadros de pneumonia, meningite e procedimentos invasivos em humanos (Brasil, 2008b). Dentre as bactérias do gênero, a espécie de maior poder patogênico é Staphylococcus aureus, que pode ser encontrada entre 20 a 40% dos adultos saudáveis, e é reconhecida como problema mundial de saúde, sendo a resistência uma das facetas da sua identidade (Brasil, 2008b).

Figura 01. Estrutura celular de bactérias Gram-positivas e Gram-negativas.

Fonte: Adaptado Goodman; Gilman (2011).

Ainda com relação às Gram-positivas, outro gênero, Enterococcus, destaca-se por ser o agente etiológico de infecções na corrente sanguínea, principalmente aquelas relacionadas ao cateterismo periférico, um dos mais importantes tipos de infecções nosocomiais, com alta taxa de morbidade e mortalidade (Reigadas et al., 2012). Também, estão associados às infecções intra-abdominais e urinárias; além disso, estão associados aos casos de bacteremia, sendo a espécie Enterococcus faecalis a que mais se sobressai, representando 8% dos casos de endocardite (Lauplandet al., 2013). Outro gênero importante é o Streptococcus, cujos quadros de infecção podem levar ao surgimento de faringites, pneumonias, impetigo, erisipela, endocardites, meningites e artrites, sendo que aproximadamente 15% a 30% de todos os casos de

faringites e amigdalites são causados pela espécie Streptococcus pyogenes (Brasil, 2008c). Quanto às estruturas das bactérias Gram-negativas (Figura 01), estas não apresentam ácido teicóico em sua parede celular, mas possuem múltiplas camadas complexas, compostas por lipopolissacarídeo (LPS), peptidioglicano, lipoproteína e membrana externa (Trabulsi; Alterthum, 2008). Apesar da menor concentração de peptidioglicano, quando comparadas as bactérias Gram-positvas, as Gram-negativas possuem mecanismos de resistência que inativam, excluem ou expulsam os fármacos da célula, a exemplo das porinas (OprD, OmpK) que limitam a entrada dos antimicrobianos em seu interior. Além disso, são contituídas por uma endotoxina, o LPS, que lhe confere a propriedade de patogenicidade, sendo maior fator de virulência, pois determinam efeitos biológicos que implicam em amplificação de reações de caráter inflamatório (McPhersonet al., 2012). Nesse aspecto, algumas enterobactérias Gram-negativas são essencialmente enteropatogênicas e podem causar aos seres humanos: abscessos, pneumonias, meningites, septicemias, infecções no trato urinário e gastrintestinal, sendo que nestas últimas destacam-se as espécies Salmonella typhi, Shigella spp., Escherichia coli enterotoxigênica (ETEC), Escherichia coli enteropatogênica (EPEC), Escherichia coli enterohemorrágica (EHEC) e Yersinia enterocolitica (Brasil, 2008c). Por fim, vale dizer que alguns microrganismos Gram-negativos afetam drasticamente pacientes em terapia intensiva, como Pseudomonas aeruginosa e Klebsiella penumoniae, que são as enterobactérias predominantemente encontradas nas IRAS, afetando principalmente idosos institucionalizados e pessoas imunocomprometidas (McPhersonet al., 2012).

1.1.2.2 Fungos

Os fungos são organismos eucariontes, cosmopolitas, divididos macroscópicamente em unicelulares (leveduriformes) ou multicelulares (filamentosos), microrganismos conhecidos há milênios, tanto por seus benefícios quanto pelos malefícios (Trabulsi; Alterthum, 2008).

Dentre as classes, há os fungos não filamentosos, no caso, as leveduras, que se apresentam morfologicamente em forma esférica ou oval; são células isoladas, que, ao se reproduzirem por brotamento, produzem uma cadeia alongada de células unidas, formando pseudo-hifas (Figura 02), tais fungos apresentam colônias de aspecto pastoso ou cremoso, tendo seu crescimento limitado. Contudo, estes podem variar para formas patogências, levando ao desenvolvimento de infecções (Trabulsi; Alterthum, 2008). Em contraste, há os fungos filamentosos, no qual há maior variedade de colônias, que podem seraveludadas, cremosas, butirosas ou mucóides; cotonosas, serosas, camurças, granulosas, membranosas ou coriáceas, verrucosas ou pulverulentas, constituídas por elementos multicelularesem forma de tubo, as hifas (Figura 03). Os fungos apresentam diferentes tipos de propágulos, sendo classificados como assexuados ou sexuados internos ou externos. Dentre os assexuados, na classe dos fungos filamentosos, os conídios são os esporos mais comuns, formadosno exterior das hifas reprodutivas, tendo relevante papel na sua dispersão (Trabulsi; Alterthum, 2008). Esses microrganismos apresentam grande importância, justificada pelo fato de serem agentes etiológicos de infecções nosocomiais e micoses oportunistas, além de possuírem cunho econômico valioso. Dentre esses, os principais fungos patogênicos são: Candida albicans, Cryptococcus neoformans e Aspergillus fumigatus, que apresentam altas taxas de morbimortalidade em imunossuprimidos (Kathiravan et al., 2012). Cerca de 95% das mulheres desenvolvem infecção vaginal por Candida albicans pelo menos alguma vez na vida, sendo que 5% apresentam quadro de reicidiva. Tal espécie faz parte da microbiota normal, todavia, existem aproximadamente 20 espécies patogênicas que estão fortemente associadasàs infecções nosocomiais e urinárias (Herrero-Martínez, 2014). A prevalência de Candida albicans em infecções genitourinárias é de 35-70%, seguida pela Candida tropicalis, 5-52%, e Candida glabrata, com 7-9% dos casos, e a resistência ao tratamento tem tornado a remissão do quadro um processo difícil de ser erradicado (Colombo; Guimarães, 2007; Macêdo et al.,2009). Outra levedura de grande relevância, especialmente com relação aos pacientes com HIV/AIDS, é a espécie Cryptococcus neoformans, que causa cerca de 1 milhão de casos de meningite criptocócica no mundo, levando a 625 mil mortes (CDC, 2014). A

maior carga da doença ocorre na África Subsaariana, onde a mortalidade é estimada em 50-70%. Segundo dados do Sistema de Internação Hospitalar do Sistema Único de Saúde - SIH-SUS, no período de 2000 a 2007, dentre as micoses sistêmicas no Brasil, a criptococose é a mais prevalente em termos de internação (Brasil, 2012d).

Figura 02. Colônias de fungos de micoses oportunistas, leveduras.

Fonte: Camacho (2014).

Figura 03. Colônia de fungo filamentoso e de micoses cutâneas dermatófitos.

Fonte: Camacho (2014).

Dentre os fungos filamentosos que podem causar infecções oportunistas, encontramos as espécies de Aspergillus, que são responsáveis por infecções fúngicas mais agressivas, podendo acometer, principalmente, pessoas imunocomprometidas, transplantados com desordens metabólicas e politraumatizados. Os problemas de saúde relacionados a tais espéciesincluem reações alérgicas, infecções brônquicas, neuropatias do sistema nervoso centrale do trato gastrointestinal. O contágio ocorre via inalação de esporos, sendo, por conseguinte, comumodesenvolvimento de infecções pulmonares ou nos locais traumatizados de deposição (CDC, 2014). Outrossim, há ainda os chamados fungos dermatófitos, responsáveis pelas micoses cutâneas, que utilizam a queratina como nutriente para sua colonização. Os principais são os pertencentes ao gênero Trichophyton e Microsporum. De acordo com a OMS, esses fungos afetam cerca de 25% da população mundial, todavia, estima-se que entre 30-70% das pessoas são portadoras assintomáticas destes. Alguns estudos demonstram que as maiores incidências de Trichophyton rubrum no Brasil pertencem às regiões sul e sudeste, sendo mais frequentenente encontrado em isolados clínicos (Peres et al., 2010). No entanto, tal espécie é o agente causador mais frequente de dermatomicoses superficiais não só no Brasil, mas no mundo, prevalente entre as micoses (Gupta; Summerbell, 2000).

1.1.3 Antimicrobianos

De acordo com Sáez-Llorens et al.(2000) antimicrobianos são substâncias naturais (antibióticos) ou sintéticas (quimioterápicos), que atuam sobre microrganismos inibindo o seu crescimento (bacteriostáticos) ou causando a sua destruição (bactericidas). Essas substâncias correspondem àclasse de fármacos mais consumida em hospitais e pela população em geral, entretanto, são os únicos medicamentos que não afetam apenas os pacientes que os utilizam, já que interferemtambémno ambiente, alterando a ecologia microbiana como um todo (Brasil, 2007e).

As primeiras descrições sobre o uso de antimicrobianos datam de 3000 anos atrás, antigas civilizações faziam o uso empírico de várias substâncias naturais para o tratamento de tumores, desinterias e feridas (Figura 04) (Yanling, 2013). Os nomes associados ao início da era moderna da antibacteriana são Paul Ehrlich e Alexander Fleming. Sendo o primeiro o pai de quimioterapia, homenageado com o prêmio Nobel devido a sua teoria molecular da imunidade. Seu conceito de "bala mágica" é que oprodutos químicos alvejar seletivamente os micróbios causadores de doença, mas não as células hospedeiras. Necessário se faz citar a grande descoberta do século XX: a penicilina seguida pelos demais antibióticos numa corrida vertiginosa da potente indústria farmacêutica. Mas não podemos nos esquecer que o mundo bacteriano também segue de perto, muitas vezes paralelamente, outras vezes correndo por fora, levando consigo o troféu da resistência bacteriana (Yanling, 2013).

Figura 04. Linha de tempo das principais descobertas antimicrobianas.

Fonte: Elaborada pela autora (2015).

Yanling et al. (2013), afirma que as razões para o estacionamento na descoberta de compostos antimicrobianos (GAP) estavam ligadas a falicidade em encontrar substâncias antimicrobianas e que agora é necessário trabalhar e pensar mais inteligentemente para encontrar novos medicamentos ou novos alvos farmacológicos,além disso, estudos com antibióticos tem um retorno pobre quando

comparados aos investimentos realizados para o seu desenvolvimento, em 2008apenas cinco grandes empresas farmacêuticas ainda mantiveram o seu entusiasmo em descobrir substâncias antimicrobianas. Pesquisas nesta area são custosas, seria indispensável desvincular os gastos no desenvolvimento dos medicamentos com o investimento na descoberta destes fármacos. O governo, por exemplo, poderia fornecer alguns subsídios e regimes de assistência financeira para compensar o custo (Yanling et al., 2013). Uma das alternativas para diblar esse obstáculo é a retomada de estudos com produtos naturais, afinal muitos deles fazem parte do arsenal terapêutico atual e são eficientes quando não há casos de resistência.

Figura 05. Mecanismo de ação das principais classes de drogas antibacterianas

Fonte: Brasil (2007).

Os antibióticos de origem natural e seus derivados semi-sintéticos compreendem a maioria dos antibióticos em uso clínico e podem ser classificados em β-lactâmicos (penicilinas, cefalosporinas, carbapeninas, oxapeninas e monobactamas), tetraciclinas, aminoglicosídeos, macrolídeos, peptídicos cíclicos (glicopeptídeos, lipodepsipeptídeos), estreptograminas, entre outros (lincosamidas, cloranfenicol, rifamicinas etc). Entre os de

origem sintética são classificados em sulfonamidas, fluoroquinolonas e oxazolidinonas (Guimarães et al, 2010), cujos mecanismos de ação estão exemplificado na Figura 05. A inserção dos antimicrobianos na terapêutica foi um grande avanço para a ciência médica no mundo, contudo, de todas as classes de medicamentos, a dos antimicrobianosé a mais prescrita e utilizada de modo incorreto, resultando, dessa forma, no surgimento da resistência microbiana, um dos maiores problemas de saúde pública na atualidade, especialmente em países em desenvolvimento (Goodman; Gilman, 2011). Como podemos observar na linha do tempo, o arsenal de drogas setorna menos eficaz ao longo do tempo e, como o processo de resistência é natural, cada dia há menos opções para o tratamento das infecções microbianas (Figura 06).

Figura 06. Linha de tempo de desenvolvimento e evolução da resistência aos antibióticos. O primeiro tracejado indica o desenvolvimento e o segundo o surgimento da resistência.

Fonte: Adaptado, Clatworthy et al. (2007).

Uma das metas da OMS para o século XXI é o uso racional de antimicrobianos, já que esses agentes estão perdendo a eficácia em uma taxa alarmante e irreversível. Como demonstrado na Figura 06, o intervalo entre a implantação da droga no mercado e o surgimento de resistência sempre foi curto, sendo, por isso, imprescindívelque haja alternativas para o desenvolvimento de antimicrobianos, visto que sua estagnação ocorre de maneira rápida em função do surgimento de resistência bacteriana.

Nesse aspecto, são vários osfatores bioquímios e fisiológicos responsáveis pelo surgimento da resistência, que pode ser de formaintríseca, devido à existência de genes no genoma bacteriano que criam um fenótipo de resistência, ou de maneira adquirida, através daindução de mutação no DNA nativo e/ou pela introdução de um DNA extracromossômico, que pode ser transferido de modo inter e intraespecífico (Davies; Davies, 2010). O antibiótico tornou-se uma arma que muitas vezes se volta contra o próprio paciente. Seu uso indiscriminado, em todos os Países, gera cada vez mais dificuldades que anulam os esforços envidados na recuperação dos pacientes (Brasil, 2013a). Por conseguinte, a resistência microbiana é fator limitante na terapêutica, possuindo impacto clínico considerável. Combase nesse pressuposto, a pesquisa com plantas medicinais constitui uma alternativa na busca de protótipos para futuras drogas, pois fornecem subsídios para o descobrimento de drogas potencialmente úteis, e, principalmente, pela possibilidade de tratar enfermidades cujas terapêuticas existentesvêm se mostrando, cada vez mais, ineficazes (Gadelha, 2007).

1.2 Plantas medicinais

Os produtos naturais e seus derivados sempre foram utilizados pelos seres humanos no combate às doenças de natureza infecciosa. Plantas, gordura, toucinho, mel, sal, cobre, chumbo, bolores, mofos, vinho, cerveja, zimbro, mercúrio, sais de metais pesados, antimônio, arsênio e outros compostos inorgânicos, são alguns exemplos de substâncias utilizadas desde os primórdios para o tratamento de infecções. Em toda história há registros do uso de produtos naturais pelos mais diversificados povos, chineses, sumérios, babilônicos, hindus, tibetanos e egípcios (Fintelmann, 2010). Por meio desse conhecimento empírico, foi possível avançar numa série de estudos, a fim de validar cientificamente saberes que culminaram no desenvolvimento de grande parte dos medicamentos encontrados no mercado atual. Nesse rol, destaca-se a importância das plantas medicinais para o tratamento das Infecções Relacionadas à Assistência à Saúde (IRAS), reconhecida pela Organização Mundial de Saúde (OMS) como um problema de saúde pública de caráter global (Brasil, 2013a).

As plantas, durante séculos, representaram o único recurso disponível ao homem. Paralelamente ao desenvolvimento da humanidade, deram origem a novas alternativas ao tratamento de enfermidades, adquirindo maior importância após o isolamento da morfina no século XIX (Balunas; Kinghorn, 2005). Entre os anos de 1981 e 2002, 877 moléculas foram incorporadas ao mercado, no qual aproximadamente 49% eram substâncias isoladas de produtos naturais, semi- sintéticos ou moléculas sintetizadas tomando como modelo estruturas de origem natural. Assim, Newman e Gragg (2012) continuam defendendo que, somente a partir de uma abordagem multidisciplinar dos produtos naturais, poderá se discutir melhor solução para o enfrentamento da crise de produtividade no desenvolvimento de novas drogas. É evidente que os vegetais são fontes das quais se pode obter compostos para o acréscimo de substâncias ativas no arsenal terapêutico atual, em especial por possuírem grande variedade de metabólitos, estrutura química complexa e, principalmente, por que nos dias atuais vive-se a estagnação na descoberta de novos antimicrobianos. Alguns estudiosos como Tom Frieden1, afirmam que estamos próximos da era pós-antibiótica, se não estamos vivendo-a, emergindo, nesse contexto, a retomada de pesquisas com a fonte mais antiga de medicamentos: as plantas medicinais. De acordo com a OMS, planta medicinal é qualquer planta que possua substâncias com propriedades terapêuticas ou que seja precursora na síntese de produtos farmacêuticos. Para o desenvolvimento de novos medicamentos a partir delas, é indispensável montar um arcabouço de conhecimento, que envolva aspectos agronômicos, botânicos, químicos, farmacológicos e toxicológicos (Balunas; Kinghorn, 2005). Nesse sentido, a fim de subsidiar estudos tão abrangentes, apropriam-se das etnociências, particularmente da etnofarmacologia, ferramenta essencial na busca de novas drogas de origem vegetal, tida como um ramo da etnobiologia/etnobotânica que busca substâncias biologicamente ativas oriundas do conhecimento tradicional (Ferro, 2006). Sendo assim, a medicina tradicional fornece pistas para exploração científica dos recursos naturais, onde, em todas as partes do mundo, há restritos grupos locais detentores de um alto conhecimento sobre o ambiente que os cercam. Dessa forma, as

1Tom Frieden, diretor dos Centros de Controle e Prevenção de Doenças (CDC), dos EUA.

interações com o meio permitiram criar ao longo das gerações um conhecimento que deve ser compartilhado, validado cientificamente, e retornar a essas comunidades com o verdadeiro valor que representam, pois, uma vez perdido, o conhecimento advindo da cultura popular pode tornar-se irrecuperável (Albuquerque; Andrade, 2002). Para tal, é indispensável que se desenvolvam novas estratégias de pesquisa com produtos naturais, baseadas na tradição popular e de comprovada eficácia e segurança terapêutica, pois está se vivendo um rápido processo de resistência antimicrobiana a diversos agentes terapêuticos disponíveis, sendo necessário acelerar a descoberta de novos fármacos (Guimarães et al., 2010). É incalculável o valor dessas plantas para toda população, e sendo o Brasil um país que possui a maior floresta tropical úmida do mundo, a Floresta Amazônica, é de se esperar que seja foco de estudos farmacológicos com plantas. Além disso, todo território nacional possui zonas biogeográficas distintas, como o Cerrado, o Pantanal, a Caatinga e os Pampas, refletindo toda a opulência da flora nacional, uma megadiversidade (Lewinsohn; Prado, 2002).

Figura 07. Biomas de Mato Grosso.

Fonte: Brasil (2014e).

Dentre esses, destaca-se o Bioma de Mato Grosso, que possui 3 domínios fitogeográficos (Figura 07): o Cerrado, complexo vegetacional de grande heterogeneidade fitofisionômica; o Pantanal, a maior extensão úmida contínua do planeta; e a Floresta Amazônica, a maior floresta tropical úmida do mundo. O estado do Mato Grosso é detentor de significativa diversidade biológica. É constituído por 141 municípios e tem população de 3.001.692 habitantes.Entre as regiões que o compõem destaca-se o Vale do Juruena (Figura 08), localizado no norte do estado que abrange 7 importantes cidades, são elas: Juína, Castanheira, Brasnorte, Juruena, Aripuanã, Cotriguaçu e Colniza (Brasil, 2004f).

Figura 08. Localização da area de estudo: região do Vale do Juruena, Mato Grosso, Brasil.

Fonte: Google imagens (2014).

Outra região em evidência é o Vale do Araguaia, localizado na região nordeste de Mato Grosso, microregião do Norte Araguaia (Figura 09), zona de transição da Floresta Amazônica para o Cerrado, formada por 14 municípios: Alto Boa Vista, Bom Jesus do Araguaia, Cana Brava do Norte, Confresa, Luciara, Novo Santo Antônio, Porto

Alegre do Norte, Ribeirão Cascalheira, Santa Cruz do Xingu, Santa Terezinha, São Félix do Araguaia, São José do Xingu, Serra Nova Dourada e Vila Rica (Brasil, 2004f).

Figura 09. Localização da area de estudo: microrregião do Norte do Araguaia, Mato Grosso, Brasil.

Fonte: Google imagens (2014).

Sendo assim, este trabalho é um dos recortes de um levantamento etnofarmacológico que busca triar plantas medicinais com potencial antimicrobiano e antioxidante, de maneira a traçar um perfil químico preliminar de espécies em uso popular na região do Vale do Juruena e na microregião do Norte Araguaia.

1.4 Espécies reativas de oxigênio (EROs)

Por definição, EROs são produtos do metabolismo celular liberados durante o processo de redução do oxigênio,que atuam auxiliando na homeostase celular e em

processos regulatórios. Embora o corpo humano possua sistemas enzimáticos que os capturem a fim de previnir sua ação destrutiva (Brzozowski et al., 2002), esses radicais livres estão ligados à patogênese de várias enfermidades. A baixa disponibilidade de agentes antioxidantes ou uma produção acentuada de EROs leva ao estresse oxidativo (Figura 10), sendo indicada por estudos como substâncias quepossam estarrelacionadas à etiologia de tumores, declínio do sistema imunitário, disfunções cerebrais, dentre outros (Winterbourn et al., 2008; Valko et al., 2007).

Fonte: Adaptado, Vasconcelos et al. (2007).

Oxidantes são gerados do metabolismo normal como na mitocôndria, em peroxissomas e em uma variedade de enzimas citosólicas. Existem diversas fontes exógenas de produção de ER. Os sistemas de defesa antioxidante enzimático e não enzimático, quando eficientes, mantem a homeostase fisiológica e quando estão ineficientes, permitem a instalação do estresse oxidativo, representado pelo dano celular em macromoléculas como o DNA, proteínas e lipídios, que se expressam clinicamente como envelhecimento ou doença (Vasconceloset al., 2007). Já o termo radical livre é definido como qualquer espécie química que contém um ou mais elétrons desemparelhados nos orbitais externos, o que confere alta reatividade e capacidade de reagir com qualquer composto situado próximo à sua

órbita externa, passando a ter uma função oxidante ou redutora de elétrons. EROs é

uma expressão que inclui radicais de oxigênio, como radical superóxido (O2•),

hidroxila (OH•), peroxila (RO2•), hidroperoxila (HO2•) e outros agentes oxidantes que

não são radicais, como peróxido de hidrogênio (H2O2), ácido hipocloroso (HOCl) e

ozônio (O3), mas que podem ser convertidos fácil e rapidamente em radicais (Halliwell, 2007). Quanto aos antioxidantes, são definidos como substâncias capazes de captar elétrons reativos, atuando de maneira diferente em função das condições que se encontra, o que significa que estes detêm o potencial de neutralizar as EROs, retardando ou inibindo a sua ação de oxidação (Barbosa et al., 2010). Essas substâncias compõem um grupo importante de compostos que atuam na prevenção de diversas doenças, além de se apresentarem como aditivos alimentares, inibindo as alterações facilmente oxidáveis dos nutrientes, sendo também utilizados na indústria como nutracêuticos e/ou alimentos funcionais (Ksouri et al., 2009). Esse grupo de substâncias pode ser de origem endógena, agindo enzimaticamente como a superóxido desmutase (SOD), catalase (CAT) e glutationa peroxidase (GPx); não enzimáticos, como glutationa reduzida (GSH); ou, ainda, adquiridos através da dieta, comotocoferol (vitamina E), ácido ascórbico (vitamina C), polifenóis, selênio e carotenóides, normalmente ricos em compostos fenólicos e diversas outras substâncias. Nesse contexto, um grande desafio para a indústria é a busca de antioxidantes de produtos vegetais, pois muitos dos princípios ativos em plantas medicinais são compostos fenólicos, ou seja, são possíveis fontes para o desenvolvimento de produtos farmacêuticos (Finkel; Holbrook, 2000; Kwiecien et al., 2002). Dentre as substâncias encontradas em plantas, destacam-se os compostos fenólicos, como os flavonoides, que podem ser encontrados em todas as partes da planta (caule, folhas, sementes e frutos). Por já possuírem atividade antioxidante reportada, essas substâncias têm recebido atenção pela sua capacidade redutora e estrutura química, pois neutralizamas EROs, tanto na etapa inicial quanto na propagação do estresse oxidativo (Rice-Evans et al., 1996). Nesse sentido, o mecanismo antioxidante dessas substâncias com constituição fenólica ocorre de duas formas: pela transferência de hidrogênio, ou por transferência de

próton combinado com transferência eletrônica (Gonçalves et al., 2008). A ação antioxidante dos flavonóides surge devido ao extenso sistema de conjugação dos elétrons-π e das hidroxilas que se ligam à estrutura básica (Banov et al., 2006). Dessa forma, avaliar a atividade antioxidante destas plantas fornece pistas sobre a composição química dos extratos obtidos delas bem como alguns destes compostos podem apresentar atividade antimicrobiana. Há nelas grande diversidade química e a indústria de alimentos, bebidas, medicamentos e cosméticosbuscam por substânciasantioxidantes derivados de vegetais, a fim de se produzir aditivos, a conservante e preservantes alimentares, menos tóxicos e de origem natural. Existe uma forte tendência em substitur produtos sínteticos por elas e as pesquisasneste campo vêm crescendo nos últimos anos (Amarowicz et al., 2004; Boscolo et al., 2007).

1.5 Metabólitos especiais das plantas

Define-se metabolismo como reações químicas que acontecemno interior de cada célula, sejam reações anabólicas, catabólicasou de biotransformação, primária e secundária. A primeira rota se dedicaàs funções de crescimento e manutenção da vida dos vegetais, além de produzir compostos como carboidratos, lipídios, proteínas e ácidos nucléicos, possuem um arsenal de enzimas capazes de gerar, processar e acumular várias outras substâncias, são os denominados metabólitos especiais (Santos, 2004). Isso foi atribuído, por Harborne (1988), ao fato das plantas não poderem se defender do meio ambiente como os animais, pois se encontram enraizadas sendo provável, por esse motivo, a aquisição de grande capacidade biossintética, tanto em relação à quantidade, quanto à diversidade das moléculas, ou seja, a produção de metabólitos biologicamente ativos foi determinada pela co-evolução da planta com insetos, microrganismos e predadores no geral. Assim a origem dos metabólitos especiais pode ser entendida a partir do metabolismo da glicose, como demostrado na Figura 11. Nesse aspecto, a Figura 11 esquematiza a via de dois intermediários principais a partir do metabolismo da glicose. Osintermediários do processo de respiração, metabólito primário, fornecem os esqueletos de carbono para as principais vias do metabolismo secundário, as quais

levam à produção dos três principais grupos de compostos secundários: os terpenos, compostos fenólicos e produtos contendo nitrogênio. Essas substâncias têm sido particularmente utilizadas no tratamento e diversas enfermidades relacionadas ao sistema nervoso e cardiovascular, infecções por microrganismos, distúrbios metabólicos e de origem imunológica e inflamatória, bem como no combate ao câncer (Shu et al., 1998). Dentre os produtos que contém nitrogênio, os alcalóides são metabólitos especiais que apresentam propriedades toxicológicas e farmacológicas características. Por definição, são compostosorgânicos cíclicos contendo um nitrogênio em estado de oxidação negativo, e cuja distribuição é limitada entre os organismos vivos (Pelletier et. al., 1983), possuindo, geralmente, ação biológica marcante, como a morfina, a cafeínae a nicotina.

Figura 11. Rota de biossíntese dos metabólitos especiais das plantas.

Fonte: Simões et al. (2010).

Outrossim, arica variedade estruturaldesses productos lhes garante um amplo espectro de atividade, a exemploda cocaína, muito utilizada como anestésico local e atualmente como droga de abuso;dos quinolínicos,com atividade antiepirética e antimicrobiana;daemetina, amebicida e emético; da atropina, hiosciamina e

escopolamina, ambos anticolinérgicos; da reserpina, um anti-hipertensivo; da quinina, um anti-malárico; da camptotecina, vimblastina e vincristina, ambos antitumorais; da codeína, um antitussígeno; da morfina, um hipnoanalgésico; da cafeína, estimulante do sistema nervoso central (SNC); da teobromina e teofilina, broncodilatadores; dacolchicina, tratamento da gota; datubocurarina, miorrelaxante; daefedrina, simpatomimético;e da galantamina,utilizada para o tratamento do mal de Alzheimer. Dos compostos químicos isolados de vegetais, 20% das substâncias naturais descritas pertencem à classe de alcalóides, contudo, os que apresentam maior potencial farmacológico são aqueles que possuem um grupamento fenólico (Gil et al., 2000). A presença de compostos fenólicos em plantas que sofreram algum tipo de injúria pode ter um efeito importante sobre a estabilidade oxidativa e a defesamicrobiana (Tadhaniet al., 2007). Os efeitos protetores dos compostos fenólicos contra doenças coronarianas, derrame e alguns tipos de câncer, são atribuídos às suas atividades anti-radicalar e de sinalização (Martysiak-Żurowska; Wenta, 2012). Nesse âmbito, os compostos fenólicos, que possuem um ou mais grupos hidroxilas ligados a um anel aromático, são amplamente distribuídos e possuem variadas funções ecológicas, além de inúmeras atividades farmacológicas que são cientificamente comprovadas, sendobem representadas por taninos, flavonóides e cumarinas (Amorim et al., 2008). Embora o uso de tanino na indústria de curtimento ter se tornado restrito, vê-se um aumentono interesse na ingestão de alimentos que contenham essa classe de metabólito para prevenir doenças como a arterosclerose, ou certos tipos de câncer,uma vez que várias doenças degenerativas e o próprio processo de envelhecimento estão associados às altas concentrações intercelulares de radicais livres. Nesse sentido, investigações demonstram que vários taninos atuam como sequestradores de radicais, os quais interceptam o oxigênio ativo formando radicais estáveis (Fonseca; Librandi, 2008). Dessa forma, drogas que contém taninos estão relacionadas, principalmente, com suas propriedades adstringentes, exercendo, por via interna, efeito antidiarreico e antisséptico; em contraste, impermeabilizam, por via externa, as camadas mais expostas da pele e mucosas, protegendo, assim, as camadas subjacentes (Monteiro et al., 2005).

Alguns estudos relatam que a complexação de taninos com proteínas confere um papel importante no controle de bactérias, fungos e insetos (Gobbo-Neto; Lopes, 1991; Verpoorte, 1998). Outras investigações descrevem a ação inibitória da enzima transcriptase reversa (Kilkuskie et al., 1992) e a atividade associada como anticancerígeno (Chung et al. 1998), além de suas propriedades cicatrizantes (Monteiro et al., 2005). No entanto, devido à habilidade de se ligar às proteínas e outras macromoléculas, os taninos apresentam atividades tóxicas. Para Monteiro et al. (2005), essa alta toxicidade está fortemente associada ao maior peso da molécula, ou ao fato desses secomplexarem com facilidade aos íons metálicos. Sistemas biológicos, incluindo microrganismos, necessitam de íons metálicos como cofatores enzimáticos. Nesse aspecto, os flavonóides também possuem propriedades farmacológicas importantes, tais como antioxidantes, antimicrobianas (Treutter, 2006), anti- inflamatórias, antitrombogênicas, anticancerígenas (Nijveldt et al., 2001), antidiabética e atividades hipocolesterolêmicas (Harborne; Williams, 2000). Esses compostos estão envolvidos na liberação de ácido araquidônico, um ponto de partida para uma resposta inflamatória geral, e que propiciam a liberação de citocinas (Ferrandiz et al 1990; Ferrandiz; Alcaraz, 1991). Compostos fenólicos foram capazes de inibir a ciclooxigenase e os percursores da 5-lipoxigenase (Laughton et al., 1991). Assim, tem sido afirmado que os flavonoides, como antioxidantes, podem inibir a carcinogenese (Fotsis et al., 1997). Porém, vale ressaltar que a propriedade que melhor descreve quase todos os grupos de flavonoides é sua capacidade de agir como antioxidantes. As flavonas e catequinas parecem ser os flavonoides mais poderosos para a proteção do organismo contra espécies reativas de oxigênio (DeGroot, 1994). Como visto anteriormente, as células e tecidos corporais estão em contínua ameaça pelos radicais livres. Os mecanismos e a sequência de eventos que interfere com as funções celulares não estão totalmente compreendidos. Entretanto, um dos eventos mais importantes parece ser a peroxidação lipídica celular, que resulta em dano à membrana. Esse dano celular provoca uma mudança na carga líquida da célula, alterando a pressão osmótica, conduzindo ao edema e morte celular. Eventualmente, os radicais livres podem atrair vários mediadores inflamatórios, contribuindo para a resposta

inflamatória geral e dano tecidual (Halliwell, 2007). Para se proteger de espécies reativas de oxigênio, os organismos vivos eficazes têm desenvolvido vários mecanismos de defesa, também já abordados neste trabalho. Assim, os flavonoides interferem com diferentes sistemas de produção de radicais livres, que pode ser um sequestro direto dos radicais (Shoskes, 1998), em função da alta reatividade dos grupos hidroxilas, interferindo na atividade do óxido nítrico (Raso et al.,2001); ou inibindo a xantina oxidase (Chang et al., 1993)e, assim, diminuir o dano oxidativo, além de poderemprovocar aumentona função dos antioxidantesendógenos. Ademais, as cumarinas se caracterizam por inibirem a peroxidação lipídica, por eliminação do ânion radical superóxido e por quelarem íons de ferro, o que as tornam substâncias com característica antioxidante (Kanekoet al., 2003; Zhang; Wang, 2004),podendo ser utilizadas em doenças causadas por radicais livres. Podem apresentar atividade anti-HIV (Wu et al., 2001; Mao et al., 2002), antiespasmódica, hipolipidêmica, hipotensora (Kuster, Rocha, 2004), antinflamatória (Cheng et al., 2004; Curini et al., 2004), antitrombótica, vasodilatadora (Campos-Toimil et al., 2002; Gleye et al., 2003; Domingo; López-Brea, 2003) e antimicrobiana (Tada et al., 2002; Almahy; Alogimi, 2011). De acordo com Fu et al. (2011) a correlação entre a atividade antioxidante e a presença dos diversos compostos fenólicos pode indicar que estes são os principais contribuintes para a atividade antioxidante de algumas espécies vegetais. Todavia, apesar de inúmeras pesquisas realizadas por diferentes abordagens para a determinação de teores de metabólitos especiais, a associação dessas informações com o aproveitamento na utilização e pesquisa de plantas medicinais ainda é escassa.

2. JUSTIFICATIVA

O desenvolvimento de antimicrobianos está intimamente associado à queda de índices de mortalidade por doenças transmissíveis e aos posteriores avanços tecnológicos no tratamento de doenças como câncer e cirurgias. Todavia, este recurso está ameaçado pela oferta cada vez menor de novos antimicrobianos e o aumento global da resistência antimicrobiana (Dixon; Duncan, 2014).

A carência de novos antimicrobianos associada ao processo de reistência éproblema de saúde pública, que afetam negativamente os indicadores de saúde. As taxas de mortalidade e o tempo de internação de pacientes infectados com cepas resistentes são quase duas vezes maiores que as daqueles infectados com cepas suscetíveis (French et al., 2010). A estagnação da descoberta de novos agentes antimicrobianos contribui para este cenário, visto que nas últimas três décadas, apenas duas novas classes de antibacterianos foram descobertas (Abreu et al., 2012). Certamente, há necessidade urgente de se proteger as gerações futuras da ausência de terapias eficazes contra agentes bacterianos, e uma das estratégias, são asplantas medicinais, visto que, são um terreno fértil e promissor para o combate a afecções, inclusive contra algumas cepas resistentes (Silva Junior, 2009; Silva; Fernandes Júnior, 2010). Desta forma, a Floresta Amazônica, bem como as demais florestas tropicais, que possuem biodiversidade sabidamente abundante consistem campo para a pesquisa de potenciais agentes antimicrobianos (Seidl et al., 1995). Estudos anteriores já comprovaram a atividade biológica antibacteriana ou antifúngica de plantas descritas como medicinais (Roumy et al., 2012). Uma vez que elas produzem uma variedade de metabólitos especiais, é esperado que modelos de triagem selecionem possíveis aspirantes para o desenvolvimento de fitoterápicos ou até mesmo de novos antibióticos. No entanto, averiguações científicas visando determinar o potencial terapêutico das plantas são limitadas, existindo carência de trabalhos científicos experimentais que validem propriedades antibióticas de um grande número dessas plantas. Assim sendo, espera-se que as novas estratégias de pesquisa, como as realizadas com produtos naturais, sejam cada vez mais difundidas, pois estamos vivendo um rápido processo de resistência antimicrobiana a diversos agentes terapêuticos disponíveis e necessitamos acelerar a descoberta de novos fármacos. Com base no exposto, esse trabalho objetivou triar plantas medicinais selecionadas através de amplo levantamento etnofarmacológico realizado na região do Vale do Juruena e na microrregião do Norte Araguaia, avaliar seus potenciais antioxidantes e determinarar os teores de alguns compostos polifenólicos presentes nas

espécies vegetais tradicionalmente utilizadas como medicinais na da região do Vale do Juruena e microrregião no Norte Araguaia, Mato Grosso, Brasil.

3. OBJETIVOS

3.1. Geral

Avaliar a atividade antimicrobiana, antioxidante e proceder bioprospecção de algumas classes de metabólitos especiais presentes nos extratos hidroetanólicos de plantas medicinais da região do Vale do Juruena e microrregião do Norte Araguaia, utilizando modelos experimentais in vitro.

3.2. Específicos

 Avaliar o potencial antibacteriano e antifúngico dos extratos hidroetanólicos de plantas medicinais selecionadas pelo método de microdiluição em caldo;  Determinar a Concentração Bactericida Mínima (CBM) e Concentração Fungicida Mínima (CFM) dos extratos que apresentaram concentração inibitória mínima (CIM);  Avaliar o potencial antioxidante dos extratos nos modelos de 1,1-difenil-2- picrilhidrazila - DPP, redução do íon férrico - FRAP e captura do radical livre óxido nítrico - NO;  Determinar o teor de fenóis totais, flavonóides e cumarinas, por colorimentria.

4. MATERIAIS

4.1 Material botânico

A escolha e coleta das plantas (casca, entrecasca, folhas, planta inteira, e raíz) foram feitas com a base no levantamanto etnofarmacológico realizado na região do Vale do Juruena e na microrregião do Norte Araguaia.

Na região do Vale do Juruena o acesso ao conhecimento tradicional associado foi autorizado pelo Ministério do Meio Ambiente, sob os auspícios do Conselho Nacional de Patrimônio Genético do Ministério do Meio Ambiente (CGEN/MMA) (ANEXO E), nos termos da Resolução nº 247 publicada no Diário Oficial, em abril de 2013, tendo sido arquivado devido ao fato de que os informantes não eram titulares de associado conhecimento tradicional para fins de pesquisa científica. Sendo autorizado o acesso ao patrimônio genético pelo CNPq nº 010728/2013-9 (ANEXO F) e aprovada pelo Comitê de Ética em Pesquisa envolvendo Seres Humanos, no âmbito do Protocolo 958/CEP- HUJM/2010 (ANEXO B). Na microrregião do Norte Araguaia o acesso ao conhecimento tradicional associado foi autorizado pelo Ministério do Meio Ambiente, sob os auspícios do CGEN/MMA nº 02000.000513/2014-50 (ANEXO I), aprovado pelo Comitê de Ética em Pesquisa envolvendo Seres Humanos, no âmbito do 72356/CEP-HUJM/2012 (ANEXO G) e autorizado em julho de 2013, Resolução nº 135 publicada no Diário Oficial (ANEXO E).

4.2 Microrganismos

Para os bioensaios foram utilizadas cepas da coleção americana de culturas e depósitos - ATCC doadas pela Fundação Oswaldo Cruz – Fiocruz/RJ, As cepas foram mantidas congeladas à -80ºC em meio de leite desnatado (SKIM MILK), e reativadas em meio de cultura adequada para cada microrganismo. Os microrganismos utilizados foram: Escherichia coli (25922), Klebsiella pneumoniae (13883), Pseudomonas aeruginosa (27853), Salmonella typhimurium (14028), Shigella flexneri (12022), Helicobacter pylori (VacA e CagA positivos); 5 bactérias Gram-positivas: Enterococcus faecalis (29212), Staphylococcus aureus (25923), Staphylococcus epidermidis (12228), Streptococcus pyogenes (19615), Bacillus subitilis (6633), Candida albicans (10231), Candida albicans fluconazol-resistente (64550), Candida parapsilosis (22019), Candida tropicalis (750), Cryptococcus neoformans (32045), Candida glabrata (9030), Aspergillus fumigatus (46640), Aspergillus niger (10535), Aspergillus parasiticus (15517), Aspergillus terreus (7860), Penicillium verrucosum

(10513), Trichophyton mentagrophytes (9533), Trichophyton rubrum (28189) e Microsporum gypseum (14383).

4.3 Drogas e reagentes

As drogas, reagentes e corantes que foram utilizados durante a realização dos ensaios farmacológicos estão relacionadas no Quadro 01.

Quadro 01. Relação das drogas, reagentes e corantes usados nos ensaios biológico-farmacológicos.

PRODUTO MARCA Ácido Ascórbico SIGMA Agar Ágar SIGMA Agar de infusão de cérebro e oração (BHI) FLUKA Agar Muller Hinton SIGMA Agar sutriente HIMEDIA Agar sangue HIMEDIA Ágar CLED HIMEDIA Ágar MacConkey HIMEDIA Agarglicose Sabouraud 4% SIGMA Agar Salmonella Shigella (SS ÁGAR) HIMEDIA Álcool Etílico P.A(etanol) TEDIA Álcool Metílico P.A (metanol) SYNTH Anfotericina B SIGMA Azul de Alamar INVITROGEN Caldo Batata dextrose DIFCO Caldo Infusão de Cérebro e Coração (BHI) SIGMA Caldo Muller Hinton HIMEDIA Caldo Sabouraud VETEC Caldo tripticase soja (TSB) HIMEDIA Carbonato de Sódio ISOFAR Claritromicina SIGMA Cloranfenicol SIGMA Cloreto de Alumínio Hidratado VETEC Cloreto de sódio P.A SYNTH Ciprofloxacino SIGMA Dimetilsulfóxido (DMSO) VETEC Glicerol SIGMA Reagente de Griess(modificado) G4410 SIGMA Polimixina B SIGMA Quercetina SIGMA Rutina SIGMA RPMI-1640 com l-glutamina sem bicarbonato SIGMA SkimMilk DIFCO Trimetoprim SIGMA Skirrow suplemento SIGMA Sangue desfibrinado de carneiro SIGMA Vancomicina SIGMA Soro bofino fetal (SBF) CULTILAB Ferrocianeto de potássio VETEC

Ácido tricloroacético (TCA) VETEC Sulfato de ferro II (sulfato ferroso) SIGMA Hidróxido de sódio VETEC Fosfato de potássio VETEC Nitroprussiato de sódio (NPS) SIGMA Cloreto de potássio SIGMA 1,1-difenil-2-picril-hidrazil (DPPH) SIGMA 2,4-dinitrofenilidrazina GOLD ANALISA

4.4 Equipamentos

Os equipamentos e materiais permanentes utilizados durante a realização dos ensaios farmacológicos estão relacionados no Quadro 02.

Quadro 02. Relação dos equipamentos usados nos ensaios biológico-farmacológicos.

MATERIAIS PERMANENTES EEQUIPAMENTOS MARCA

Agitador do tipo vortex PHOENIX Aparelho leitor de ELISA-Multiskan EX THERMO-SCIENTIFIC Autoclave vertical PHOENIX Balança analítica OHAUS Balança eletrônica de precisão modelo WA205 CHYO Banho de ultrassom CRISTOFÓLI Banho-maria ODONTOBRÁS Câmera fotográfica digital SONY Capela de fluxo laminar LABCONCO Centrífuga excelsa 2 FANEN Centrífuga refrigerada ALC Destilador Q341-25 QUIMIS Espectrofotômetro Spectronic Genesys MILTON ROY Estufa MARCONI Estufa de secagem MA-037 FANEM Estufa Incubadora microprocessada para B.O.D. ELETROLAB Estufa microbiológica QUIMIS Evaporador rotativo MA 120 MARCONI Freezer -20°C CPS 10 INDREL Freezer -86°C IULT 335 D INDREL Freezer vertical FE 26 ELETROLUX Geladeira vertical CONSUL Incubadora de CO2 TE-399 TECNAL Incubadora microbiológica MARCONI Microcomputador 400Mhz PENTIUM Microscópio invertido TS-100 NIKO Microscópio óptico NIKON Moinho de facas TE-625 TECNAL Paquímetro digital DIGIMESS Ph metro digital B-474 MICRONAL Scanner de mesa AVISION 260C

5. MÉTODOS

5.1 Obtenção do extrato hidroetanólico

As plantas medicinais foram coletadas, limpas e secas à temperatura ambiente e posteriormente trituradas em moinho elétrico de facas, com tamis de malha nº 40. Para obtenção dos extratos hidroetanólicos, o pó obtido foi macerado em etanol/água 75% (1:3 v/v) por 7 dias à 24 °C. Após filtração, o material foi concentrado em aparelho rotaevaporador, sob pressão reduzida de 600 mmHg e temperatura entre 40 ±1°C. O solvente residual foi evaporado em estufa a 40 ± 1 °C, as drogas vegetais, assim obtidas, foram liofilizadas e embaladas em frasco âmbar e armazenadas à 4°C. No momento de uso os extratos hidroetanólicos foram dissolvidos em solvente apropriado (água destilada ou DMSO 1 %), para a concentração desejada.

5.2 Seleção das plantas medicinais

A seleção das plantas para os bioensaios se deu a partir dos levantametnos etnobotânicos de plantas medicinais usadas pela população da região do Vale do Juruena e microregião do Norte Araguaia. Para a primeira região, Bieski et al (2015), realizouentrevistas com formulário estruturado em 7 municípios. Para microregião do Norte Araguaia, Ribeiro (2) entrevistou as populações ribeirinhas com um roteiro semi- estruturado é a técnica de amostragem utilizada foi do tipo bola de neve (snowball). A seleção das informações das plantas medicinais sobre o uso foi feito a partir dos seguintes descritores: coceira, febre, reumatismo, infecção urinária, pano branco, gastrite, cicatrizante, dores locais, machucadura, mancha no corpo, verme, feridas, micose, furúnculo, malária, pneumonia, bronquite, inflamação, fratura óssea, lesões, picadas, coluna, perna inchada, corrimento vaginal, doença venérea, gonorréia, infecção do útero, feridas na pele, próstata, infecção de garganta, dor de barriga, dor de rim, diarréia, antibiótico.

O consolidado de dados sobre a indicação popular das plantas utilizadaspara processos infecciosos e/ou inflamatórios foi classificado de acordo com a classificação êmica (Leonti et al., 2001).

5.3 Avaliação da sensibilidade microbiana

Para aferir o grau de atividade antimicrobiana dos extratos, utilizou-se a escala de Holetz et al. (2002) com adaptaçoes e considerando-se o seguinte: boa atividade antimicrobiana (CIM <100μg/mL); moderada atividade (100 ≤ CIM ≤ 500 μg/mL); fraca atividade (500 < MIC ≤ 800 μg/mL), e sem atividade (CIM > 800 μg/mL). Os valores foram previamente determinados espectrofotometricamente à 450 nm, e depois foi feita revelação com resazurina, indicador de óxido-redução, utilizado para análise de viabilidade celular bacteriana e fúngica. A resazurina (7-hidroxi-3H-fenoxazina-3-ona- 10-óxido) de cor azul é oxidada na presença de células viáveis para resofurina, substância de coloração roseo-avermelhada.

5.3.1 Bactérias

A Concentração Inibitória Mínima (CIM) foi determinada pelo do método de microdiluição em caldo BHI (Eloff, 1998; CLSI, 2012) e para Helicobacter pylori este caldo foi suplementado com Skirrow (vancomicina 100 mg/L, trimetropim 5 mg/L, polimixina B 2500 U/L), anfotericina B à 5 mg/L e 10 % de soro bovino fetal. Os extratos foram solubilizados em DMSO 0,04%, resultando em concentrações de 6,25 - 800 µg/mL e os inóculos ajustados para 0,5 escala MacFarland (1 x 108 UFC/mL) e para Helicobacter pylori oinóculo ajustado para 2 escala MacFarland (6 x 108 UFC/mL). Como padrão foi usado a claritromicina (0,195-50 µg/mL). Foram incubadas a 37°C por 24-48h e para Helicobacter pylori a 37º C em condições de microaerobiose (12% de

CO2) e 95% de umidade relativa por 3 a 5 dias. A leitura foi realizada em espectrofotômetro a 450 nm.

5.3.3 Fungos

A CIM foi determinada pelo do método de microdiluição em caldo Sabouraude caldo RPMI 1640 com L-glutamina sem bicarbonato para os filamentosos (CLSI, 2008). Os extratos foram solubilizados em DMSO 0,04% resultando em concentrações de 6,25-800 µg/mL. O inóculo foi preparado em salina estérile para os filamentosos, isolaram-seas hifas dos conídios filtrando a suspensão com uma seringa com gaze, resultando na escala de 0,5 de McFarland, posteriormente foi diluídoaté resultar na suspensão de trabalho de 5x103 UFC/mL. As leveduras foram incubadas a 37°C, por 48- 72h e para os filamentosos por 3 à 21 dias. Como padrões foram utilizados anfotericina B na concentração de 0,125 - 32 µg/mL. A leitura foi relizada em espectrofotômetro a 450 nm.

Figura 12. Layout da placa de 96 poços.

Fonte: Elaborada pela autora (2015).

5.4 Concentração Bactericida Mínima (CBM) e Concentração Fungicida Mínima (CFM)

A determinação qualitativa da CBM foi definida retirando-se 10μL das amostras dos poços onde não ocorreu crescimento microbiano ou fúngico (CIM), e semeou-se em ágar Muller-Hinton ou BHI para bactérias, incubando-se à temperatura de 35°C ± 2ºC durante 24-48h e para os fungos foi utilizado ágar Sabouraud durante 48h para

leveduriformes, 72h para filamentosos, 3-21 dias para dermatófitos. A CBM e CFM foram consideradas como a menor concentração da subcultura com ausência total de crescimento de microrganismose onde houve crescimento foi considerada bacteriostática (Mbah et al, 2012).

Figura 13. Representação esquemática da concentração bactericida mínima - CBM e concentração fungicida mínima CFM.

Fonte: Elaborada pela autora (2015).

5.5 Atividade antioxidante

A atividade antioxidante foi determinada quantitativamente por espectrofotometria. Os valores da Concetração Inibitória (CI50) dos ensaios realizados estão demonstrados na Tabela 07, foram obtidos de acordo com os valores de potência e desvio padrão (CI50 = potência ± desvio padrão) sendo expressos através dos valores de

CI50, que representa aconcentração da amostra necessária para sequestrar 50% dos radicais de DPPH, ou 50% do radical livre óxido nítrico (NO) ou para reduzir 50% do íon férrico (FRAP).

5.5.1 Sequestro do radical livre DPPH

O sequestro do radical DPPH foi avaliado utilizando o método adaptado de Karki et al., (2011). O DPPH, de coloração púrpura, absorve a 515 nm. Por ação de um ou uma espécie radicalar o DPPH é reduzido, formando difenil-picril-hidrazina, de coloração amarela, com conseqüente desaparecimento da absorção, podendo a mesma ser monitorada pelo decréscimo da absorbância (Souza etal., 2007). Em uma microplaca de 96 poços foram misturados 100 µL de diferentes concentrações dos extratos (6,25 - 800 µg/mL) com quantidade igual do radical DPPH (50 μM), ambos em solução metanólica. Após 30 min, foi realizada a leitura em espectrofotômetro à 540 nm. Ácido ascórbico e quercetina (0,39 - 100 µg/mL) foram utilizados como padrões. O experimento foi realizado em triplicata.

Figura 14. Atividade antioxidante pelo sequestro do radical livre 1,1-difenil-2-picril-hidrazil - DPPH

Fonte: Elaborada pela autora (2015).

5.5.2 Captura do radical livre óxido nítrico NO

A inibição da produção de nitrito a partir do nitroprussiato de sódio foi avaliada utilizando o método de Sreejayan e Rao (1997) com pequenas modificações. O reagente de Griessé composto por duas substâncias, ácido sulfanílico e N-(1- naftalenodiamina). Em condições ácidas, o ácido sulfanílico reage com o nitrito

formando um sal diazônio, que por sua vez reage rapidamente com o N-(1- naftalenodiamina) formando um composto azo colorido que pode ser detectado espectrofotometricamente, com um pico de absorbância a 570 nm. Em uma microplaca de 96 poços contendo diferentes concentrações do extrato (6,25 - 800 µg/mL) em etanol absoluto, o nitroprussiato de sódio (5 mM) em tampão fosfato salino foi adicionado. Após a incubação a 25°C por 150 min, volume igual do reagente de Griess foi adicionado a cada poço e procedeu-se à leitura em espectrofotômetro a 540 nm. Quercetina foi utilizado como padrão. O experimento foi realizado em triplicata.

Figura 15. Atividade antioxidante pelacaptura do radical livre óxido nítrico NO.

Fonte: Elaborada pela autora (2015).

5.5.3 Captura do radical FRAP

O poder redutor do íon férrico nos extratos foi determinado baseado no método desenvolvido por Benzie e Strain (1996) e Moyo et al. (2010).Neste método, o complexo férrico-tripiridiltriazina(FeIII-TPZ) é reduzido ao complexo ferroso (FeII-

TPZ),na presença de um antioxidante e em condições ácidas. Ocomplexo formado por esta reação possui uma coloração azulintensa, com absorção máxima a 593 nm (BENZIE; STRAIN, 1996). O Ácido ascórbico (0,39-100µg/mL) e os extratos (6,25 - 800 µg/mL) foram solubilizados em 50% de metanol, sendo adicionados nas placas de 96 poços30 µL dessas soluções, e realizada a diluição seriada. Posteriormente, de tampão de fosfato de potássio (0,2 M; pH 7,2) e 40 µL ferricianeto de potássio (1 % p/v) foram adicionados. As misturas foram incubadas a 50 º C durante 20 min. Após o período de incubação, 40 µL de ácido tricloroacético 10 % p/v), e 150 µL de água destilada e30 µL FeCl3 (0.1 % p/v) foram adicionados, seguidos por uma segunda incubação à temperatura ambiente durante 30 min no escuro. A absorvância foi medida à 620 nm, utilizando um leitor de microplacas. A capacidade do poder de redução de férricos dos extratos vegetais foi expressa em CI 50%. As amostras para o ensaio foram preparadas em triplicata.

Figura 16. Atividade antioxidante pelo poder redutor sobre o íon férrico

Fonte: Elaborada pela autora (2015).

5.6 Análises fitoquímicas

5.6.1 Quantificação de fenois totais, flavonoides totais e cumarinas

Várias técnicas são utilizadaspara a quantificação de metabólitos secundários em plantas. Os métodosespectrofotométricossão os mais práticos e reprodutíveisdo que outras metodologias, permitindo a análise de compostosnaregião do ultravioletaou visível (Sobrinho et al., 2011). Os testes foram realizados em triplicata.

5.6.1.1Teor de fenois totais

Para determinação do teor de compostos fenólicos (TCF) foi utilizado o método espectrofotométrico de Folin-Ciocalteu. Às amostras (1 mg/mL) foram adicionados 0,5 mL do reagente de Folin-Ciocalteu, 1 mL de carbonato de sódio 7,5 %, e o volume aferido para 10 mL. A solução foideixada em repouso,no escuro,durante 30 min. A absorbância foi medida a 760 nm utilizando água destilada para zerar o espectofotômetro. Os resultados foram expressos em 1 mg de ácido tânico por grama da amostra (mg EAT/g). A equação de calibração do ácido tânico foi y = 0,01471 + 0,0747x (R2 = 0,9874). Como controle negativo utilizou-se todos os reagentes menos a amostra.

5.6.1.2Teor total de flavonoides

A determinação do teor total de flavonoides (TTF) foi estimada por um método colorimétrico baseado na formação de um complexo alumínio-flavonoide. Às amostras (1mg/mL) foram adicionados 0,5 mL de uma solução de ácido acético 60%, 2 mL de uma solução de piridina 20% e 1,0 mL de uma solução de cloreto de alumínio, e 6,0 mL de água destilada.A solução foideixada em repouso,no escuro,durante 30 min. A absorbância foi medida à 420 nm utilizando água destilada para zerar o espectofotômetro. Os resultados foram expressos em 1 mg de rutina por grama da amostra (mg ER/g). A equação de calibração da rutina foi y = 0,0419x + 0,0044 + (R2 = 0,9977).

5.6.1.3. Teor de cumarinas

Para a determinação do teor de cumarinas foi adicionado às amostras (1mg/mL) 1,0 mL de água destilada, acrescidos de 0,5 mL de uma solução de acetato de chumbo 5% e 7,0 ml de água destilada. Em seguida, 2,0 mL dessa solução foram transferidos para outro tubo e adicioandos 8,0 mL de uma solução de ácido clorídrico (0,1 M). A solução foi deixada em repouso, no escuro, durante 30 min. A absorbância foi medida a 320 nm utilizando água destilada para zerar o espectofotômetro. A determinação de cumarinas dos extratos foi estabelecida pela equação de calibração y = 0,0935x + 0,0708 (R2= 0,9927), e o teor de cumarinas foram expressos em miligramas de cumarina por grama de extrato (mg EC/g).

6. RESULTADOS

Foram triados 60 extratos hidroetanólicos obtidos de plantas medicinais da região do Vale do Juruena (Tabela 02) e 39 extratos hidroetanólicos da microrregião do Norte Araguaia (Tabela 03).

Tabela 02. Plantas medicinais utilizadas popularmente na região do Vale do Juruena, Mato Grosso, Brasil (2013-2014).

Exsicata Nome científico Nome vernacular Parte* Êmica**

Abarema cochliacarpos (Gomes) Barneby & ICH Pinho-cuiabano C DE J.W.Grimes BI-209 Abuta grandifolia (Mart.) Sandwith Bota-vermelha F FI, GY

BI-755 Alseis latifolia Gleason Escorrega-macaco C DE,FI

BI-13249 Amburana cearensis (Allemão) A.C.Sm. Cerejeira C FI, GA, GY, RE, DM, VU

BI-250 Anemopaegma cf. chrysoleuca (Kunth) Sandwith Cipó-cravo E RE, VU

BI-33452 Annona muricata L. Graviola F DI, FI, GA, GY, UR, VE, VU

BI-35946 Aristolochia cymbifera Mart. & Zucc. Cipó-mil-homens GF DE, FI, GA, GY, RE, DM, UR, VU,

BI-33460 Arrabidaea chica(Bonpl.) Verl. Crajirú F CU, DE, FI, GA, GY, RE, DM, UR, VU,

ICH Astrocaryum vulgare Mart. Tucum GF GA, DM

BI-330 Bauhinia glabra Jacq. Escada-de-macaco E GY, RE, DM, DE, VU

BI-854 Bertholletia excelsa Bonpl. Castanheira C DE, DI, FI, GA, UR, VU

BI-1016 Brunfelsia uniflora(Pohl) D. Don Primavera RA DM

BI-39419 Cariniana rubra Gardner ex Miers Jequitibá C UR

BI-1078 Cedrela odorata L. Cedro-rosa C FI, GA, UR, VU, DI

BI-1009 Centratherum punctatum Cass. Agoniada C GA, DM

BI-863 Chenopodium ambrosioides L. Erva-de-santa-maria F DE, FI, GA, RE, DM, VU

BI-33426 Commelina erecta L. Trapueraba F UR

BI-34782 Conyza bonariensis (L.) Cronquist Voadeira PA DE

BI-38780 Copaifera cf. langsdorffii Desf. Copaíba F DE, FI, GA, GY, RE, DM, VU

BI-33447 Copaifera marginata Benth. Guarantã F FI, VU

BI- 772 Cordia nodosa Lam. Cabeludinho F DE, GA, UR

BI-973 Costus spicatus (Jacq.) Sw. Caninha-do-brejo F DE, FI, GA, DM, UR, VU

BI-33428 Cuphea carthagenensis (Jacq.) J.Macbr. Sete-sangrias F VU

BI-231 Curcuma zedoaria (Christm.) Roscoe Zedoaria RI FI, GA,VU

BI-33446 Cymbopogon citratus (DC.) Stapf Erva-cidreira F FI, GA, RE, VU

BI-33435 Cyperus corymbosus Rottb. Junco RI DM

ICH Desmoncus polyacanthos Mart. Cerca-onça GF DM

BI-195 Dichorisandra hexandra (Aubl.) Standl Cana-de-macaco F DE, FI, GA, DM, UR

BI-32822 Digitaria insularis (L.) Fedde Capim-amargoso F DE, FI

ICH Dipteryx odorata (Aubl.) Willd. Cumaru-ferro C GA

BI-31608 Echinodorus scaber Rataj Chapéu-de-couro F DE, FI, GA, GY, DM, UR, VU

BI-33408 Eleunise indica (L.) Gaertn Capim-pé-de-galinha F DE, FI, GA, FI, GA, GY, RE, UR, VU

ICH Gallesia integrifolia (Spreng.) Harms Pau-de-alho C DM

BI-31682 Gossypium hirsutum L. Algodão-roxo F GY, RE

BI-1053 Hedychium coronarium J.Koenig Gengibre-do-mato RI FI, GA, RE, DM

BI-834 Hevea microphyllaUle Barriguda C GA

BI-843 Himatanthus sucuubus(Spruce ex Müll. Arg.) Woodson Sucuba C GA, DM

BI-32734 Jacaranda cuspidifolia Mart. Caroba GF DE, UR, VU

BI-1032 Laportea aestuans (L.) Chew Urtiga-vermelha RA VU

BI-32786 Manihot esculenta Crantz Mandioca F DE, RE

ICH Maytenus krukovii A.C.Sm. Susuia C FI, DM

ICH Miconia hyemalis A. St.-Hil. & Naudin Bota-branca F FI, DM

BI-339 Myracrodruon urundeuva Allemão Aroeira C DE, GY, DM

BI-966 Parodiolyra micrantha (Kunth) Davidse & Zuloaga Bambuzinho F GA, UR

BI-734 Philodendron imbe Schott ex Kunth. Cipó imbé PI DE, DM

BI-734 Pothomorphe umbellata (L.) Miq. Pariparoba F DE

BI-826 Pteridium aquilinum (L.) Kuhn Samambaia-de-coqueiro F GA, FI

BI-32861 Pyrostegia venusta (Ker Gawl.) Miers Cipó-são-joão C FI, DE, GA, UR

BI-33450 Renealmia alpinia (Rottb.) Maas Pacová RI DM Vassourinha-de-santo- BI-32715 Scoparia dulcis L. PA DE, DM, UR antôno BI-36754 Sida acuta Burm.f. Guanxuma F GA, UR

BI-33474 Simaba ferruginea A.St.-Hil. Calunga RA GA

BI-332 Smilax brasiliensis Spreng. Japecanga GF DE

ICH Socratea exorrhiza (Mart.) H.Wendl. Sete-perna F DM, VU

BI-1062 Solanum americanumMill. Maria preta PI DM

BI-32763 Solidago microglossa DC. Arnica F DE, FI, GY, RE, DM, UR, VU

BI- 768 Spondias mombin L. Cajazinho F DE, GA

BI-27231 Trema micrantha (L.) Blume Grandiuva GF GA, DM, VU

BI-857 Unonopsis guatterioides R.E.Fr. Uxi-amarelo C RE BI- Vitex triflora Vahl Tarumã E RE 25.617 Parte da planta*: C - casca; E - entrecasca; F - folhas; GF - galhos e folhas; PA - parte aérea; PI - planta inteira; RA - raíz; RI - rizoma. Êmica**: DE - aflições dermatológicas; GA - doenças gastrointestinais, reclamações hepáticas; UR - distúrbios urugenitais; RE - problermas respiratórios; FI - febre causada por infecções por virús e protozoários; DM - doenças do músculo esquelético; VE - picadas de animais venenosos; DI - diabetes; DO - dor de dente; OI - problemas de ouvido; OP - problemas oftalmicos; GY - medicina da mulher; VU - vários usos. BI - Bieski, Isanete, ICH - identificado por comparação.

Tabela 03. Plantas medicinais utilizadas popularmente namicroregião do Norte Araguaia, Mato Grosso, Brasil (2013-2014).

Exsicata Nome científico Nome vernacular Parte* Êmica**

42.625 Cochlospermum regium (Mart. Ex Sch.) Pilg. Algodãozinho RA DE, VU, GY, UR, RE, GA, FI, DO

42.584 Volchysia hankeans (Spreng) Mart Escorrega-macaco C FI, UR

42.584 Volchysia hankeans (Spreng) Mart Escorrega-macaco E FI, UR

42.603 Chiococca alba (L.) Caninana RA DM, VU, GA, FI, RE, DE, GY, UR

41.263 Cnidoscolus urens (L.) Arthur Cansansão RA VU, GA, GY, DE

42.594 Cochlospermum orinocense (Kunth) Steud. Algodão-bravo F GY, VU

42.594 Cochlospermum orinocense (Kunth) Steud. Algodão-bravo RA GY, VU

41.251 Copaífera langsdorfii. Desf. Óleo-mirim F VU, GA, RE

41.258 Costus spicatus (Jacq.) Sw. Cana-do-brejo PI RE, DE, DI, UR, GA, GY, VU

40.760 Dipteryx alata Vogel. Barú E VU, GA, DM, UR, FI, DE, GY, VE, DI, RE

40.755 Eupatorium maximiliani Schrada ex. DC. Desinhadeira F DM, VU, DE

42.595 Ficus sp. Gameleira-roxa F GA

42.477 Hymenaea stigonocarpa Mart. Ex Hayne. Jatobá-do-mato E DE, VU

41.257 Hyptis suaveolens (L.) Poit. Tapera-velha PI GA, RE, DE 42.576 Jacaranda copaia (Aubl.)D. Don. Carobinha RA FI, DE, VU, RE, GA, UR, GY, DM 42.576 Jacaranda copaia (Aubl.) D. Don. Carobinha F FI, DE, VU, RE, GA, UR, GY, DM

40.879 Salvertia convallariodora A.St.-Hil. Capotão F OP, DE, VU, GA

40.758 Machaerium stipitatum (DC.) Vogel. Jequitibá F DM, VU, GA, GY, DI, DE

40.758 Machaerium stipitatum (DC.) Vogel Jequitibá RA DM, VU, GA, GY, DI, DE

Confirrmar Maclura tinctoria (L.) D. Don ex Steud. Moreira F DM, FI, DO, DE, VU, RE, GA

42.293 Manihot anomala Pohl Mandioca-de-caboclo F DE, VU, UR

Confirrmar Melinis minutiflora Capim-meloso PI VU

42.580 Virola elongata (Benth.) Warb. Mucuiba E VU, FI, VU, UR, GY, DM, DE, GA, VE

40.866 Philodendron imbe Schott ex Endl Folha-de-carne F GA, UR, VU, DE, GY, RE

42.279 Pouteria ramiflora (Mart.) Radlk Curriola F DE, GA

41.261 Qualea grandiflora Mart. Folha-larga F OP, VU, DE

41.259 Scleria pterota C. Presl Capim-navalha PI RE, UR

42.488 Tachigali aurea Tul. Tatarema F GA, DM, VU

42.648 Simarouba versicolor A.St.-Hil. Mata-menino F DE

42.648 Simarouba versicolor A.St.-Hil. Mata-menino C DE

Confirrmar Tabebuia impetiginosa (Mart. Ex. DC) Staff Ipê-roxo F DE, FI, GA, GY, RE, DM, UR, VU

42.630 Tachigali rubiginosa (Mart. ex Tul.) Oliveira-Filho. Carvoeiro F VU, DE

40.753 Terminalia argentea Mart. & Zucc. Açoita-cavalo F VU, GA, UR, DE, RE, GY, DM

40.753 Terminalia argentea Mart. & Zucc. Açoita-cavalo C VU, GA, UR, DE, RE, GY, DM

41.268 Vismia japurensis Reichardt. Lacre F DE, GY

40.880 Zanthoxylum riedelianum Engl. Mama-cadela E VU, DE, RE, DM, FI, UR 42.491 Sapium obovatum Klotzsch ex Müll. A C GA, VU

Confirrmar A identificar Quanto-é E DE

Confirrmar A identificar Quando-é F DE

Parte da planta*: C - casca; E - entrecasca; F - folhas; PI - planta inteira; RA - raíz. Êmica**: DE - aflições dermatológicas; GA - doenças gastrointestinais, reclamações hepáticas; UR - distúrbios urugenitais; RE - problermas respiratórios; FI - febre causada por infecções por virús e protozoários; DM - doenças do músculo esquelético; VE - picadas de animais venenosos; DI - diabetes; DO - dor de dente; OI - problemas de ouvido; OP - problemas oftalmicos; GY - medicina da mulher; VU - vários usos.

6.1 Avaliação da susceptibilidade antimicrobiana

6.1.1. Bactérias

Os resultados dos efeitos dos extratos sobre o crescimento bacterianano, na região do Vale do Juruena, estão mostrados nas Tabelas 04. Dos 60 extratos testados para esta atividade, 38 inibiram o crescimento de pelo menos uma das bactérias do painel testado, com predominância frente ao painel Gram-positivo. Três extratos hidroetanólicos destacaram-se pelo amplo espectro de atividade: Bauhinia glabra (EHBg), Dipteryx odorata (EHDo) e Gallesia integrifolia (EHGi). O EHBg mostrou-se ativo frente a 9 das 11 bactérias testadas, apresentando boa atividade antibacteriana frente à Klebsiella pneumoniae (CIM = 25 µg/mL), moderada frente aEnterococcus faecalis (CIM = 200 µg/mL) e Streptococcus pyogenes (CIM = 400 µg/mL) e fraca atividade contra Escherichia coli, Pseudomonas aeruginosa, Salmonella typhimurium, Shigella flexneri, Staphylococcus epidermidis e Bacillus subtilis(CIM = 800 µg/mL). O EHDo e EHGi mostraram-se ativos frente a 7 dessas bactérias, sendo que o primeiro apresentou moderada atividade frente Enterococcus faecalis (CIM = 200 µg/mL), contra Klebsiella pneumoniae, Salmonella typhimurium, Shigella flexneri e Streptococcus pyogenes (CIM = 400 µg/mL) e fraca contra Staphylococcus aureus e Bacillus subtilis (CIM = 800 µg/mL). O EHGi apresentou boa atividade contra Shigella flexneri (CIM = 25 µg/mL) e moderada contra Streptococcus pyogenes (CIM = 100 µg/mL), Escherichia coli,Salmonella typhimurium (CIM = 200 µg/mL), Klebsiella pneumoniae, Pseudomonas aeruginos e Staphylococcus aureus(CIM = 400 µg/mL). Embora o espectro de ação do extrato hidroetanólico de Hedychium coronarium EHHc e de Cordia nodosa (EHCn), não sejam tão abrangentes quanto as exibidas pelo EHBg, EHDo e EHGi, merecem destaque por terem apresentado boa atividade frente a a importantes bactérias patogêncicas. O EHHc apresentou boa atividade frente à Staphylococcus aureus (MIC = 25 µg/mL) e moderada atividade frente à Shigella

flexneri e Streptococcus pyogenes (MIC = 100 µg/mL),Klebsiella pneumoniae e Staphylococcus epidermidis (MIC = 200 µg/mL). EHCn apresentou boa atividade frente a Shigella flexneri (CIM = 50 µg/mL) e moderada frente a Staphylococcus epidermidis (CIM = 100 µg/mL). Os extratos hidroetanólicos de Abuta grandifolia (EHAg), Amburana cearensis (EHAc), Pothomorphe umbellata (EHPu), Renealmia alpinia (EHRa) e Solanum americanum (EHSa) apresentaram moderada atividade contra Streptococcus pyogenes (CIM = 100 µg/mL). O extrato hidroetanólico de Laportea aestuans (EHLa), destacou- se contra outra Gram-positiva demonstrando moderada atividade frente ao Staphylococcus aureus (CIM = 100 µg/mL). E contra bactérias Gram-negativas, destacaram-secom boa atividade os extratos hidroetanólicos de Desmoncus polycanthos (EHDp) frente a Shigella flexneri (CIM = 25 µg/mL), e com moderada atividade frente ao Helicobacter pylori, Cariniana rubra(EHCr) (CIM = 100 µg/mL), Bertholletia excelsa (EHBe), Chenopodium ambrosioides (EHCa) e Spondias mombin (EHSm) (CIM = 200 µg/mL), e Aristolochia cymbifera (EHAc), Arrabidaea chica (EHAr), Conyza bonariensis (EHCb) e Jacaranda cuspidifolia (EHJc) (CIM = 400 µg/mL).

aConcentração Inibitória Mínima (CIM, µg/mL) ESPÉCIE/EXTRATO Bactérias G (-) Bactérias G (+) Ec Kp Pa St Sf Hp Ef Sa Sp Se Bs

Abarema cochliacarpos (Gomes) Barneby & J.W.Grimes >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800

Abuta grandifolia (Mart.) Sandwith >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 400 100 >800 >800

Alseis latifolia Gleason >800 >800 >800 >800 >800 >800 800 >800 400 >800 >800

Amburana cearensis (Allemão) A.C.Sm. >800 >800 >800 >800 >800 >800 800 >800 100 >800 >800

Anemopaegma cf. chrysoleuca (Kunth) Sandwith >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800

Annona muricata L. >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800

Aristolochia cymbifera Mart. & Zucc. >800 >800 >800 >800 >800 400 >800 >800 >800 >800 >800

Arrabidaea chica(Bonpl.) Verl. >800 >800 >800 >800 >800 400 >800 >800 >800 >800 >800

Astrocaryum vulgare Mart. >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 800 800 >800

Bauhinia glabra Jacq. 800 25 800 800 800 >800 200 >800 400 800 800

Bertholletia excelsa Bonpl. >800 >800 >800 >800 >800 200 >800 400 200 >800 >800

Brunfelsia uniflora (Pohl) D. Don >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800

Cariniana rubra Gardner ex Miers >800 >800 >800 >800 >800 100 400 200 400 >800 >800

Cedrela odorata L. >800 >800 >800 >800 800 >800 >800 400 >800 >800 >800

Centratherum punctatum Cass. >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800

Chenopodium ambrosioides L. >800 >800 >800 >800 >800 200 400 >800 400 400 >800

Commelina erecta L. >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 400 >800 >800

Conyza bonariensis (L.) Cronquist >800 >800 >800 >800 >800 400 >800 >800 800 800 800

Copaifera cf. langsdorffii Desf. >800 >800 >800 >800 >800 >800 800 >800 >800 >800 >800

Copaifera marginata Benth. >800 >800 >800 >800 >800 >800 800 >800 >800 >800 >800

Cordia nodosa Lam. >800 >800 >800 200 50 >800 >800 >800 400 100 >800

Costus spicatus (Jacq.) Sw. >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800

Cuphea carthagenensis (Jacq.) J.Macbr. >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800

Curcuma zedoaria (Christm.) Roscoe >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800

Cymbopogon citratus (DC.) Stapf >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800

Cyperus corymbosus Rottb. >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800

Desmoncus polyacanthos Mart. >800 >800 >800 >800 25 >800 >800 >800 200 >800 >800

Dichorisandra hexandra (Aubl.) Standl >800 >800 >800 >800 800 >800 >800 >800 >800 >800 >800

Digitaria insularis (L.) Fedde >800 >800 >800 800 200 >800 200 >800 200 >800 >800

Dipteryx odorata (Aubl.) Willd. >800 400 >800 400 400 >800 200 800 400 >800 800

Echinodorus scaber Rataj >800 >800 >800 >800 800 >800 800 >800 >800 >800 >800

Eleunise indica (L.) Gaertn >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800

Gallesia integrifolia (Spreng.) Harms 200 400 400 200 25 >800 >800 400 100 >800 >800

Gossypium hirsutum L. >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 200 >800 >800

Hedychium coronarium J.Koenig >800 200 >800 >800 100 >800 >800 25 100 200 >800

Hevea microphylla Ule 400 400 >800 >800 400 >800 200 400 >800 >800 >800

Himatanthus sucuubus(Spruce ex Müll. Arg.) Woodson >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800

Jacaranda cuspidifolia Mart. >800 >800 >800 >800 >800 400 200 >800 >800 >800 >800

Laportea aestuans (L.) Chew >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 100 >800 >800 >800

Manihot esculenta Crantz >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800

Maytenus krukovii A.C.Sm. >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 800 >800 >800 >800

Miconia hyemalis A. St.-Hil. & Naudin >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800

Myracrodruon urundeuva Allemão >800 800 >800 800 >800 >800 800 >800 800 400 >800

Parodiolyra micrantha (Kunth) Davidse & Zuloaga >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800

Philodendron imbe Schott ex Kunth. >800 >800 >800 >800 >800 >800 200 400 >800 >800 >800

Pothomorphe umbellata (L.) Miq. >800 >800 >800 >800 >800 >800 200 >800 100 >800 >800

Pteridium aquilinum (L.) Kuhn >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800

Pyrostegia venusta (Ker Gawl.) Miers >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800

Renealmia alpinia (Rottb.) Maas >800 >800 >800 >800 >800 >800 400 >800 100 800 >800

Scoparia dulcis L. >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800

Sida acuta Burm.f. >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 200 >800 >800

Simaba ferruginea A.St.-Hil. >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800

Smilax brasiliensis Spreng. >800 >800 >800 >800 >800 >800 400 >800 >800 >800 >800

Socratea exorrhiza (Mart.) H.Wendl. >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800

Solanum americanum Mill. >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 400 100 >800 >800

Solidago microglossa DC. >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800

Spondias mombin L. >800 >800 >800 >800 >800 200 200 400 800 >800 >800

Trema micrantha (L.) Blume >800 >800 >800 >800 >800 >800 200 >800 >800 >800 >800

Unonopsis guatterioides R.E.Fr. >800 >800 >800 >800 >800 >800 400 >800 >800 >800 >800

Vitex triflora Vahl >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800

Claritromicina (50-0,39 µg/mL) 0,39 0,39 6,25 0,78 0,78 0,39 0,39 0,39 0,39 0,39 0,39

aConcentração Inibitória Mínima (CIM, µg/mL);Ec: Escherichia coli, Kp: Klebsiella pneumoniae, Pa: Pseudomonas aeruginosa, St: Salmonella typhimurium, Sf: Shigella flexneri, Hp: Helicobacter pylori,Ef: Enterococcus faecalis, Sa: Staphylococcus aureus, Se: Staphylococcus epidermidis, Sp: Streptococcus pyogenes, Bs: Bacillus subtilis. Cada valor representa a media de três ensaios independentes no qual a CIM correspondeu a porcentagem acima de 99%.

Os resultados dos efeitos dos extratos sobre o crescimento bacterianano, da microregião do Norte Araguaia, estão mostrados na Tabelas 05. Dos 39 extratos testados para atividade antibacteriana, 21 amostras inibiram o crescimento de pelo menos uma das bactérias do painel testado, com predominância de atividades frente ao painel Gram-positivo.

aConcentração Inibitória Mínima (CIM, µg/mL) ESPÉCIE/EXTRATO Bactérias G (-) Bactérias G (+) bParte Ec Kp Pa St Sf Hp Ef Sa Sp Se Bs

Cochlospermum regium (Mart. Ex Sch.) Pilg. RA >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800

Volchysia hankeans (Spreng) Mart C >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800

Volchysia hankeans (Spreng) Mart E >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800

Chiococca alba (L.) RA >800 >800 >800 >800 6,25 >800 >800 >800 >800 >800 >800

Cnidoscolus urens (L.) Arthur RA >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800

Cochlospermum orinocense (Kunth) Steud. F >800 >800 >800 >800 >800 12,5 >800 400 >800 >800 >800

Cochlospermum orinocense (Kunth) Steud. RA >800 >800 >800 >800 >800 12,5 >800 >800 >800 >800 >800

Copaífera langsdorfii. Desf. F >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 200

Costus spicatus (Jacq.) Sw. PI >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800

Dipteryx alata Vogel. E >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 800 >800 >800 >800

Eupatorium maximiliani Schrada ex. DC. F >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800

Ficus sp. F >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 800 >800 >800 >800

Hymenaea stigonocarpa Mart. Ex Hayne. E >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 800 >800 >800 >800

Hyptis suaveolens (L.) Poit. PI >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 100 >800 >800

Jacaranda copaia (Aubl.)D. Don. RA >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 100

Jacaranda copaia (Aubl.) D. Don. F >800 >800 >800 >800 >800 50 >800 800 >800 >800 200

Salvertia convallariodora A.St.-Hil. F >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800

Machaerium stipitatum (DC.) Vogel. F >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800

Machaerium stipitatum (DC.) Vogel RA >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800

Maclura tinctoria (L.) D. Don ex Steud. F >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 200 400

Manihot anomala Pohl F >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800

Melinis minutiflora PI >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800

Virola elongata (Benth.) Warb. E >800 >800 >800 >800 6,25 >800 100 800 >800 >800 >800

Philodendron imbe Schott ex Endl F >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800

Pouteria ramiflora (Mart.) Radlk F >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800

Qualea grandiflora Mart. F >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800

Scleria pterota C. Presl PI >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800

Tachigali aurea Tul. F >800 >800 >800 800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800

Simarouba versicolor A.St.-Hil. F >800 >800 >800 800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800

Simarouba versicolor A.St.-Hil. C >800 >800 >800 800 200 >800 >800 >800 >800 >800 >800

Tabebuia impetiginosa (Mart. Ex. DC) Staff F >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 Tachigali rubiginosa (Mart. ex Tul.) Oliveira- F >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 Filho. Terminalia argentea Mart. & Zucc. F >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 200 >800 >800 >800

Terminalia argentea Mart. & Zucc. C >800 >800 >800 >800 >800 >800 400 200 400 400 400

Vismia japurensis Reichardt. F >800 >800 >800 >800 >800 >800 400 >800 >800 >800 >800

Zanthoxylum riedelianum Engl. E >800 >800 >800 >800 >800 6,25 >800 >800 >800 >800 >800

Sapium obovatum Klotzsch ex Müll. A C >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 400 >800

A identificar E >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800

A identificar F >800 >800 >800 >800 >800 >800 800 >800 200 >800 >800

Claritromicina (50-0,39 µg/mL) 0,39 0,39 6,25 0,78 0,78 0,39 0,39 0,39 0,39 0,39 0,39

aConcentração Inibitória Mínima (CIM, µg/mL), bparte da planta: C - casca; E-entrecasca; F - folhas; PI - planta inteira; RA - raíz;;Ec: Escherichia coli, Kp: Klebsiella pneumoniae, Pa: Pseudomonas aeruginosa, St: Salmonella typhimurium, Sf: Shigella flexneri, Hp: Helicobacter pylori, Ef: Enterococcus faecalis, Sa: Staphylococcus aureus, Se: Staphylococcus epidermidis, Sp: Streptococcus pyogenes, Bs: Bacillus subtilis. Cada valor representa a media de três ensaios independentes no qual a CIM correspondeu a porcentagem acima de 99%.

O extrato hidroetanólico de Terminalia argentea (EHTa) destacou-se pelo amplo espectro de atividade contra todas as cepas Gram-positivas, apresentando moderadaatividade contra Staphylococcus aureus (CIM = 200 µg/mL), Enterococcusfaecalis, Streptococcus pyogenes, Staphylococcus epidermidis e Bacillus subtilis (CIM = 400 µg/mL). O extrato hidroetanólico de Virola elongata (EHVe) apresentou baixo espectro de ação, porém boa atividade contra Shigella flexneri (CIM = 6,25 µg/mL) e moderada frente a Enterococcus faecalis (CIM = 100 µg/mL). Embora o espectro de ação das espécies a seguir, não seja tão abrangente quanto as exibidas pelo EHTa, merecem destaque por terem apresentado boa atividade frente a importantes bactérias Gram-negativas,os extratos hidroetanólicosde Chiococca Alba (EHCh) frente a Shigella flexneri (CIM = 6,25 µg/mL), Cochlospermum orinocense (EHCor), Zanthoxylum riedelianum (EHZr) e Jacaranda copaia (EHJco) contra Helicobacter pylori (CIM = 12,5; 12,5 e 50, respectivamente).

6.1.1. Fungos

Os resultados dos efeitos dos extratos sobre o crescimento fúngico, da região do Vale do Juruena, estão mostrados na Tabela 06. Dos 60 extratos avaliados, 35 mostraram-se ativos frente à pelo menos uma das cepas fúngicas do painel utilizado.

Destacaram-se nessa triagem antifúngica os extratos hidroetanólicos de Bertholletia excelsa (EHBe), Vitex triflora (EHVt),Echinodorus scaber (EHEs) e Myracrodruon urundeuva (EHMu).

Tabela 06. Avaliação da atividade antifúngica de extratos hidroetanólicos de plantas medicinais utilizadas para o tratamento de infecções pela população da região do Vale do Juruena, Mato Grosso, Amazônia Legal, Brasil.

aConcentração Inibitória Mínima (CIM, µg/mL) Filamentosos ESPÉCIE/EXTRATO Leveduriformes Aspergillus Dermatófitos Ca1 Ca6 Cp Ct Cg Cn Af An Ap At Pv Tm Tr Mg

Abarema cochliacarpos (Gomes) Barneby & J.W.Grimes >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800

Abuta grandifolia (Mart.) Sandwith >800 >800 800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 800

Alseis latifolia Gleason >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800

Amburana cearensis (Allemão) A.C.Sm. >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 400 >800 >800 >800 >800 >800 >800

Anemopaegma cf. chrysoleuca (Kunth) Sandwith >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800

Annona muricata L. >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 800 800 800 >800

Aristolochia cymbifera Mart. & Zucc. >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 200 >800 >800 >800 >800 >800 >800

Arrabidaea chica(Bonpl.) Verl. >800 >800 >800 >800 >800 >800 800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800

Astrocaryum vulgare Mart. >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800

Bauhinia glabra Jacq. >800 >800 >800 >800 >800 >800 200 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800

Bertholletia excelsa Bonpl. 800 >800 >800 800 400 400 200 >800 >800 100 >800 >800 >800 >800

Brunfelsia uniflora (Pohl) D. Don >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800

Cariniana rubra Gardner ex Miers >800 >800 >800 >800 >800 >800 200 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800

Cedrela odorata L. >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 800 >800 800 400

Centratherum punctatum Cass. >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 400 >800 800 >800 >800 >800 >800

Chenopodium ambrosioides L. >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800

Commelina erecta L. >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800

Conyza bonariensis (L.) Cronquist >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800

Copaifera cf. Langsdorffii Desf. >800 >800 >800 >800 >800 >800 800 >800 >800 400 >800 >800 >800 >800

Copaifera marginata Benth. >800 >800 >800 >800 >800 >800 800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800

Cordia nodosa Lam. >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 800 >800 >800 >800 >800

Costus spicatus (Jacq.) Sw. 800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800

Cuphea carthagenensis (Jacq.) J.Macbr. >800 >800 >800 >800 >800 >800 400 >800 >800 400 >800 >800 >800 >800

Curcuma zedoaria (Christm.) Roscoe >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 400 >800 >800 >800 >800 >800 >800

Cymbopogon citratus (DC.) Stapf >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800

Cyperus corymbosus Rottb. >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 800 >800 >800 >800 >800 >800 >800

Desmoncus polyacanthos Mart. >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 400 >800 >800 >800 >800 >800 >800

Dichorisandra hexandra (Aubl.) Standl >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 400 >800 >800 >800

Digitaria insularis (L.) Fedde >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800

Dipteryx odorata (Aubl.) Willd. >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 800 >800 >800 >800 >800

Echinodorus scaber Rataj 800 800 >800 800 400 400 >800 800 >800 >800 >800 >800 >800 >800

Eleunise indica (L.) Gaertn >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 800 >800 800 >800 >800 >800 >800

Gallesia integrifolia (Spreng.) Harms >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800

Gossypium hirsutum L. >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 800 >800 >800 >800 >800 >800 >800

Hedychium coronarium J.Koenig >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800

Hevea microphylla Ule >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800

Himatanthus sucuubus(Spruce ex Müll. Arg.) Woodson >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 800 >800 800 >800 >800 >800 >800

Jacaranda cuspidifolia Mart. >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800

Laportea aestuans (L.) Chew >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 800

Manihot esculenta Crantz >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800

Maytenus krukovii A.C.Sm. >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800

Miconia hyemalis A. St.-Hil. & Naudin >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800

Myracrodruon urundeuva Allemão >800 >800 >800 >800 >800 >800 200 800 800 >800 800 800 >800 800

Parodiolyra micrantha (Kunth) Davidse & Zuloaga >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800

Philodendron imbe Schott ex Kunth. >800 >800 >800 >800 >800 >800 800 >800 >800 >800 800 >800 >800 800

Pothomorphe umbellata (L.) Miq. >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800

Pteridium aquilinum (L.) Kuhn >800 >800 >800 >800 >800 >800 800 800 >800 >800 >800 >800 >800 800

Pyrostegia venusta (Ker Gawl.) Miers >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800

Renealmia alpinia (Rottb.) Maas >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800

Scoparia dulcis L. >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 800 >800 >800 >800 >800 >800 >800

Sida acuta Burm.f. >800 >800 >800 >800 >800 >800 100 400 >800 >800 >800 >800 >800 800

Simaba ferruginea A.St.-Hil. >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800

Smilax brasiliensis Spreng. >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800

Socratea exorrhiza (Mart.) H.Wendl. >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800

Solanum americanumMill. >800 >800 >800 >800 >800 >800 800 >800 >800 >800 400 >800 >800 >800

Solidago microglossa DC. >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 800 >800 800 >800 >800 >800 >800

Spondias mombin L. >800 >800 >800 >800 >800 >800 800 >800 >800 >800 >800 >800 800 800

Trema micrantha (L.) Blume >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800

Unonopsis guatterioides R.E.Fr. >800 >800 >800 >800 >800 >800 800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800

Vitex triflora Vahl >800 >800 >800 >800 >800 200 200 >800 100 >800 800 >800 >800 800

Anfotericina B 0,39 0,39 0,78 0,39 0,39 0,78 0,39 0,39 0,39 0,39 0,39 0,78 0,78 0,78 aConcentração Inibitória Mínima (CIM, µg/mL);Ca1: Candida albicans, Ca6: Candida albicans fluconazol-resistente, Cp: Candida parapsilosis, Ct: Candida tropicalis, Cn: Cryptococcus neoformans, Cg: Candida glabrata, Af: Aspergillus fumigatus, An: Aspergillus niger, Ap: Aspergillus parasiticus, At: Aspergillus terreus, Pv: Penicillium verrucosum, Tm:Trichophyton mentagrophytes, Tr: Trichophyton rubrum, Mg:Microsporum gypseum. Cada valor representa a média de três ensaios independentes no qual a CIM correspondeu à porcentagem acima de 99%.

O EHBe foi o único que apresentou amplo espectro antifúgico, com moderada atividade contra Aspergillus terreus (CIM = 100 µg/mL), Aspergillus fumigatus (CIM = 200 µg/mL), Candida glabrata eCryptococcus neoformans (CIM = 400 µg/mL), e fraca atividade contra Candida albicans e Candida tropicalis (CIM = 800 µg/mL). O EHVt apresentou moderada contraAspergillus parasiticus (CIM = 100 µg/mL), Cryptococcus neoformanse Aspergillus fumigatus (CIM = 200 µg/mL), e fraca atividade contra Penicillium verrucosum e Microsporum gypseum (CIM = 800 µg/mL). O EHEs apresentou moderada atividade contra Candida glabrata e Cryptococcus neoformans (CIM = 400 µg/mL) e fraca atividade contraCandida albicans, Candida albicans fluconazol-resistente, Candida tropicalis e Aspergillus niger (CIM = 800 µg/mL).

O EHMu demonstrou moderada atividade contra Aspergillus fumigatus (CIM = 200 µg/mL) e fraca contra Aspergillus níger, Aspergillus parasiticus, Penicillium verrucosum, Trichophyton mentagrophytes e Microsporum gypseum (CIM = 800 µg/mL).

aConcentração Inibitória Mínima (MIC, µg/mL) Filamentosos ESPÉCIE/EXTRATO bP Leveduriformes Aspergillus Dermatófitos Ca1 Ca6 Cp Ct Cg Cn Af An Ap At Pv Tm Tr Mg

Cochlospermum regium (Mart. Ex Sch.) Pilg. RA 400 400 >800 >800 >800 >800 400 800 800 800 6,25 6,25 >800 6,25

Volchysia hankeans (Spreng) Mart C >800 >800 >800 >800 >800 >800 800 800 >800 800 >800 >800 >800 >800

Volchysia hankeans (Spreng) Mart E >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 800 800 >800 >800 >800 >800 >800

Chiococca alba (L.) RA >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800

Cnidoscolus urens (L.) Arthur RA >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 25 >800

Cochlospermum orinocense (Kunth) Steud. F >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 100 200 200 >800 6,25 >800 >800

Cochlospermum orinocense (Kunth) Steud. RA >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 12,5 12,5 >800

Copaífera langsdorfii. Desf. F >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800

Costus spicatus (Jacq.) Sw. PI >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800

Dipteryx alata Vogel. E >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 400 >800 >800 50 >800

Eupatorium maximiliani Schrada ex. DC. F >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 800 400 200 >800 >800 >800 >800

Ficus sp. F >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 800 6,25 >800

Hymenaea stigonocarpa Mart. Ex Hayne. E >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 200 >800 >800 >800 >800

Hyptis suaveolens (L.) Poit. PI >800 >800 >800 >800 >800 >800 200 100 800 >800 >800 800 200 100

Jacaranda copaia (Aubl.)D. Don. RA >800 >800 >800 >800 >800 >800 800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800

Jacaranda copaia (Aubl.) D. Don. F >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800

Salvertia convallariodora A.St.-Hil. F >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 25 >800

Machaerium stipitatum (DC.) Vogel. F >800 >800 >800 >800 >800 >800 400 400 200 100 >800 >800 6,25 >800

Machaerium stipitatum (DC.) Vogel RA >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 800 12,5 >800

Maclura tinctoria (L.) D. Don ex Steud. F >800 >800 >800 >800 >800 >800 100 100 200 200 >800 100 >800 12,5

Manihot anomala Pohl F >800 >800 >800 >800 >800 >800 800 800 800 800 >800 >800 >800 >800

Melinis minutiflora PI >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 6,25 6,25 6,25 25

Virola elongata (Benth.) Warb. E >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 800 100 >800 >800

Philodendron imbe Schott ex Endl F >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 12,5 >800

Pouteria ramiflora (Mart.) Radlk F >800 >800 >800 >800 >800 >800 800 800 400 200 >800 12,5 >800 >800

Qualea grandiflora Mart. F 800 800 >800 800 >800 800 800 800 800 800 >800 >800 12,5 >800

Scleria pterota C. Presl PI >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 800 >800 >800 >800 >800 6,25 >800

Tachigali aurea Tul. F >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800

Simarouba versicolor A.St.-Hil. F >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 12,5 12,5 25

Simarouba versicolor A.St.-Hil. C >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 800 >800 >800

Tabebuia impetiginosa (Mart. Ex. DC) Staff F >800 >800 >800 >800 >800 >800 400 >800 400 100 >800 12,5 12,5 >800

Tachigali rubiginosa (Mart. ex Tul.) Oliveira-Filho. F >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 800 800 >800 >800 >800 >800

Terminalia argentea Mart. & Zucc. F >800 >800 >800 >800 >800 >800 200 100 200 200 >800 >800 >800 >800

Terminalia argentea Mart. & Zucc. C >800 >800 400 800 >800 >800 200 >800 200 200 >800 >800 >800 >800

Vismia japurensis Reichardt. F >800 >800 >800 >800 >800 >800 200 100 800 800 >800 200 >800 100

Zanthoxylum riedelianum Engl. E >800 >800 >800 >800 >800 >800 800 400 >800 400 >800 >800 12,5 12,5

Sapium obovatum Klotzsch ex Müll. A C >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 6,25 6,25 >800

A identificar E >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 50 6,25 6,25

A identificar F >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 >800 12,5 12,5 12,5 400

Anfotericina B 0,125 0,25 0,5 0,25 0,125 0,25 0,39 0,39 0,39 0,39 6,25 3,12 3,12 6,25 aConcentração Inibitória Mínima (CIM, µg/mL), bparte da planta: C - casca; E-entrecasca; F - folhas; PI - planta inteira; RA - raíz; Ca1: Candida albicans, Ca6: Candida albicans fluconazol-resistente, Cp: Candida parapsilosis, Ct: Candida tropicalis, Cn: Cryptococcus neoformans, Cg:Candida glabrata, Af: Aspergillus fumigatus, An: Aspergillus niger, Ap: Aspergillus parasiticus, At: Aspergillus terreus, Pv: Penicillium verrucosum, Tm:Trichophyton mentagrophytes, Tr: Trichophyton rubrum, Mg:Microsporum gypseum. Cada valor representa a media de três ensaios independentes no qual a CIM correspondeu à porcentagem acima de 99%.

Os resultados dos efeitos dos extratos sobre o crescimento fúngico da microrregião do Norte Araguaia, estão mostrados na Tabela 07. Dos 39 extratos avaliados, 34 mostraram-se ativos frente à pelo menos uma das cepas fúngicas do painel utilizado. Vale destacar que a atividade das plantas da microrregião do Norte Araguaia foi proeminente frente aos fungos filamentosos do tipo dermatófitos. Destacaram-se nessa triagem antifúngica os extratos hidroetanólicos de Cochlospermum regium (EHCch) e Qualea grandiflora (EHQg) apresentando amplo espectro de ação sobre os fungos leveduriformes a filamentosos. O EHCch apresentou boa atividade contra Penicillium verrucosum, Trichophyton mentagrophytes e Microsporum gypseum (CIM = 6,25 µg/mL), moderada contra Candida albicans, Candida albicans fluconazol-resistente, Aspergillus fumigatus (CIM = 400 µg/mL) e fraca contra Aspergillus niger, Aspergillus parasiticus e Aspergillus terreus (CIM = 800 µg/mL). O EHQg demonstrou boa atividade frente a Trichophyton rubrum (CIM = 12,5 µg/mL) e fraca atividade contra Candida albicans, Candida albicans fluconazol- resistente, Candida tropicalis e Cryptococcus neoformans, Aspergillus fumigatus, Aspergillus niger, Aspergillus parasiticus, e Aspergillus terreus (CIM = 800 µg/mL). Dentre as plantas com expressiva atividade contra os fungos dermatófitos, destacaram-se os extratos hidroetanólicos de Melinis minutiflora (EHMm), Simarouba versicolor (EHSv) e Quanto é (EHQe), que foram ativas contra todas as cepas e dermatófitos desse estudo. O EHMm apresentou boa atividade contra Trichophyton rubrum, Trichophyton rubrum mentagrophytes, Penicillium verrucosum (CIM = 6,25 µg/mL), e Microsporum gypseum (CIM = 25 µg/mL).As folhas do EHSv que apresentou boa atividade contra Trichophyton rubrum e Trichophyton mentagrophytes

(CIM = 12,5 µg/mL) e Microsporum gypseum (CIMs = 25 µg/mL). A entrecasca do EHQe que demonstrou boa atividade contra Trichophyton rubrum e Microsporum gypseum (CIM = 6,25 µg/mL) e Trichophyton mentagrophytes (CIMs = 50 µg/mL). Suas folhas também apresentaram boa atividade contra Penicillium verrucosum Trichophyton rubrum e Trichophyton mentagrophytes (CIM = 6,25 µg/mL), e moderada contra Microsporum gypseum (CIMs = 400 µg/mL).

6.2 Concentração Bactericida Mínima (CBM) e Concentração Fungicida Mínima (CFM)

Os extratos que apresentaram atividade bactericida foram três espécies da microrregião do Norte Araguaia. Houve ausência visual de crescimento bacteriano nos extratos hidroetanólicos dasfolhas de Jacaranda copaia (CBM = 200 µg/mL) e Tachigali rubiginosa (CBM = 400 µg/mL) contra Bacillus subtilis, e no extrato hidroetanólico de Virola elongata frente contra Enterococcus faecalis (CBM = 100 µg/mL) e Staphylococcusaureus (CBM = 800 µg/mL). Quanto à avaliação de atividade antifúngica, todos os extratos testados foram fungistáticos.

6.3. Antioxidantes

A Tabela 08 mostra o resultado da avaliação da atividade antioxidante in vitro, bem como os teores de certas classes de polifenóis nos extratos hidroetanólicos.

Tabela 08. Avaliação da atividade antioxidante e dos teores de fenóis totais, flavonoides totais e cumarinas dos extratos hidroetanólicos de plantas medicinais utilizadas para o tratamento de infecções pela população da região do Vale do Juruena, Mato Grosso, Amazônia Legal, Brasil.

Flavonoides DPPH FRAP NO Fenóis totais Cumarinas ESPÉCIE/EXTRATO totais

CI50 ± SD, μg/mL mg EAT/g ± SD mg ER/g ± SD mg EC/g ± SD Abarema cochliacarpos (Gomes) Barneby & 19,50 ± 2,10 532,50 ± 6,50 > 800 0,16 ± 0,01 0,06 ± 0,00 0,03 ± 0,00 J.W.Grimes Abuta grandifolia (Mart.) Sandwith 14,04 ± 4,15 > 800 > 800 0,16 ± 0,00 0,05 ± 0,00 0,09 ± 0,00

Alseis latifolia Gleason 8,29 ± 0,09 510,00 ± 1,00 > 800 0,16 ± 0,00 0,03 ± 0,00 0,10 ± 0,00

Amburana cearensis (Allemão) A.C.Sm. 33,00 ± 0,58 489,00 ± 33,00 > 800 0,15 ± 0,00 0,02 ± 0,00 0,05 ± 0,00 Anemopaegma cf. chrysoleuca (Kunth) 15,43 ± 0,23 > 800 > 800 0,15 ± 0,01 0,03 ± 0,00 0,03 ±0,00 Sandwith

Annona muricata L. 0,58 ± 0,06 > 800 > 800 0,19 ± 0,01 0,11 ± 0,00 0,07 ± 0,00

Aristolochia cymbifera Mart. & Zucc. 96,91 ± 0,72 > 800 > 800 3,67 ± 0,09 1,21 ± 0,00 1,36 ± 0,01

Arrabidaea chica(Bonpl.) Verl. 12,24 ± 0,71 > 800 > 800 3,55 ± 0,22 2,95 ± 0,02 2,09 ± 0,01

Astrocaryum vulgare Mart. 16,68 ± 1,04 > 800 > 800 0,15 ± 0,00 0,04 ± 0,00 0,04 ± 0,00

Bauhinia glabra Jacq. 4,67 ± 0,21 60,76 ± 1,52 > 800 5,61 ± 0,01 1,04 ± 0,00 1,22 ± 0,01

Bertholletia excelsa Bonpl. 0,39 ± 0,08 65,00 ± 8,67 > 800 10,91 ± 0,39 0,82 ± 0,00 1,38 ± 0,01

Brunfelsia uniflora (Pohl) D. Don 254,66 ± 2,89 > 800 > 800 0,63 ± 0,00 0,61 ± 0,02 1,09 ± 0,02

Cariniana rubra Gardner ex Miers 0,44 ± 0,16 64,00 ± 4,43 > 800 5,05 ± 0,03 0,94 ± 0,02 1,12 ± 0,00

Cedrela odorata L. 0,56 ± 0,08 56,37 ± 0,75 > 800 8,98 ± 0,36 0,99 ± 0,02 1,17 ± 0,01

Centratherum punctatum Cass. 19,60 ± 4,50 > 800 > 800 0,16 ± 0,00 0,02 ± 0,00 0,03 ± 0,00

Chenopodium ambrosioides L. 0,64 ± 0,04 > 800 > 800 0,23 ± 0,03 1,33 ± 0,02 1,20 ± 0,00

Commelina erecta L. 223,50 ± 4,33 > 800 > 800 0,14 ± 0,00 0,03 ± 0,00 0,03 ± 0,00

Conyza bonariensis (L.) Cronquist 121,75 ± 1,30 517,00 ± 5,00 > 800 0,12 ± 0,00 0,06 ± 0,00 0,07 ± 0,00

Copaifera langsdorffii Desf. 0,49 ± 0,11 479,50 ± 7,50 > 800 0,15 ± 0,00 0,04 ± 0,00 0,04 ± 0,00

Copaifera marginata Benth. 47,00 ± 0,45 > 800 > 800 0,15 ± 0,00 0,02 ± 0,00 0,05 ± 0,00

Cordia nodosa Lam. 74,00 ± 0,29 480,00 ± 8,00 > 800 4,66 ± 0,02 1,59 ± 0,02 1,61 ± 0,00

Costus spicatus (Jacq.) Sw. 59,83 ± 7,51 > 800 > 800 0,13 ± 0,00 0,05 ± 0,00 0,06 ± 0,00

Cuphea carthagenensis (Jacq.) J.Macbr. 0,49 ± 0,06 346,00 ± 8,00 > 800 0,16 ± 0,00 0,05 ± 0,00 0,03 ± 0,00

Curcuma zedoaria (Christm.) Roscoe 390,00 ± 3,46 > 800 > 800 0,07 ± 0,00 0,02 ± 0,00 0,03 ± 0,00

Cymbopogon citratus (DC.) Stapf 44,29 ± 0,71 > 800 > 800 2,36 ± 0,04 1,04 ± 0,00 1,93 ± 0,01

Cyperus corymbosus Rottb. 117,08 ± 0,72 > 800 > 800 0,74 ± 0,04 0,21 ± 0,00 0,91 ± 0,00

Desmoncus polyacanthosMart. 118,08 ± 1,88 > 800 > 800 1,90 ± 0,05 1,66 ± 0,02 1,27 ± 0,01

Dichorisandra hexandra (Aubl.) Standl 164,66 ± 2,31 > 800 > 800 0,63 ± 0,03 1,49 ± 0,00 1,32 ± 0,00

Digitaria insularis (L.) Fedde 117,25 ± 3,18 > 800 > 800 1,99 ± 0,02 1,06 ± 0,03 1,29 ± 0,00

Dipteryx odorata (Aubl.) Willd. 6,91 ± 0,04 > 800 > 800 2,65 ± 0,02 3,67 ± 0,04 1,80 ± 0,00

Echinodorus scaber Rataj 12,36 ± 1,10 > 800 > 800 5,10 ± 0,06 2,80 ± 0,00 1,78 ± 0,00

Eleunise indica (L.) Gaertn 7,76 ± 0,21 > 800 > 800 0,31 ± 0,01 0,73 ± 0,00 0,93 ± 0,00

Gallesia integrifolia (Spreng.) Harms 318,00 ± 0,96 > 800 > 800 0,06 ± 0,00 0,01 ± 0,00 0,01 ± 0,00

Gossypium hirsutum L. 13,06 ± 1,25 > 800 > 800 3,25 ± 0,04 2,26 ± 0,02 1,65 ± 0,00

Hedychium coronarium J.Koenig 478,66 ± 2,31 > 800 > 800 0,09 ± 0,02 0,68 ± 0,01 0,99 ± 0,00

Hevea microphylla Ule 0,49 ± 0,13 255,00 ± 2,00 > 800 4,50 ± 0,03 0,66 ± 0,01 1,26 ± 0,00 Himatanthus sucuubus(Spruce ex Müll. Arg.) 0,41 ± 0,11 463,50 ± 24,50 > 800 0,15 ± 0,00 0,03 ± 0,00 0,03 ± 0,00 Woodson Jacaranda cuspidifolia Mart. 50,28 ± 2,23 > 800 > 800 5,58 ± 0,06 0,42 ± 0,00 1,65 ± 0,01

Laportea aestuans (L.) Chew 143,88 ± 1,35 0,33 ± 0,06 > 800 0,11 ± 0,00 0,04 ± 0,00 0,04 ± 0,00

Manihot esculenta Crantz 33,37 ± 0,87 > 800 > 800 3,01 ± 0,06 2,21 ± 0,00 1,45 ± 0,00

Maytenus krukovii A.C.Sm. 50,93 ± 0,58 441,00 ± 0,98 > 800 4,00 ± 0,02 0,32 ± 0,00 0,99 ± 0,00

Miconia hyemalis A.St.-Hil. & Naudin 6,38 ± 1,83 586,00 ± 24,00 > 800 0,15 ± 0,00 0,02 ± 0,00 0,03 ± 0,00

Myracrodruon urundeuva Allemão 0,49 ± 0,09 143,50 ± 5,17 > 800 0,16 ± 0,01 0,02 ± 0,00 0,03 ± 0,00 Parodiolyra micrantha (Kunth) Davidse & 59,83 ± 0,29 > 800 > 800 2,26 ± 0,03 0,54 ± 0,00 1,27 ± 0,00 Zuloaga Philodendron imbe Schott ex Kunth. 13,51 ± 0,36 346,00 ± 8,00 > 800 6,02 ± 0,01 4,40 ± 0,02 1,18 ± 0,00

Pothomorphe umbellata (L.) Miq. 0,49 ± 0,01 > 800 > 800 0,15 ± 0,01 0,05 ± 0,00 0,05 ± 0,00

Pteridium aquilinum (L.) Kuhn 0,59 ± 0,07 435,00 ± 23,00 > 800 0,15 ± 0,00 0,08 ± 0,00 0,04 ± 0,00

Pyrostegia venusta (Ker Gawl.) Miers 18,50 ± 1,15 > 800 > 800 0,16 ± 0,00 0,05 ± 0,00 0,04 ± 0,00

Renealmia alpinia (Rottb.) Maas 107,25 ± 0,89 > 800 > 800 1,51± 0,02 1,21 ± 0,01 1,08 ± 0,00

Scoparia dulcis L.. 114,00 ± 1,73 > 800 > 800 0,14 ± 0,00 0,06 ± 0,00 0,04 ± 0,00

Sida acuta Burm.f. 383,66 ± 2,89 > 800 > 800 0,14 ± 0,00 0,04 ± 0,00 0,04 ± 0,00

Simaba ferruginea A.St.-Hil. 171,00 ± 3,46 > 800 > 800 0,14 ± 0,00 0,01 ± 0,00 0,02 ± 0,00

Smilax brasiliensis Spreng. 171,83 ± 6,93 > 800 > 800 1,47 ± 0,02 0,32 ± 0,00 1,14 ± 0,00

Socratea exorrhiza (Mart.) H.Wendl. 40,16 ± 3,75 > 800 > 800 0,16 ± 0,00 0,05 ± 0,00 0,06 ± 0,00

Solanum americanum Mill. 43,79 ± 0,79 > 800 > 800 0,14 ± 0,00 0,04 ± 0,00 0,03 ± 0,00

Solidago microglossa DC. 10,81 ± 1,47 > 800 > 800 0,16 ± 0,00 0,03 ± 0,00 0,05 ± 0,00

Spondias mombin L. 0,47 ± 0,01 130,88 ± 0,88 > 800 5,31 ± 0,01 0,59 ± 0,00 1,24 ± 0,00

Trema micrantha (L.) Blume 104,33 ± 0,29 > 800 > 800 2,76 ± 0,01 0,68 ± 0,00 1,19 ± 0,00

Unonopsis guatterioides R.E.Fr. 9,87 ± 0,25 425,00 ± 25,50 > 800 0,15 ± 0,00 0,03 ± 0,00 0,04 ± 0,00

Vitex triflora Vahl 206,25 ± 11,25 13,70 ± 0,37 > 800 0,16 ± 0,00 0,07 ± 0,00 0,04 ± 0,00

Ácido ascórbico 1,90 ± 0,01 1,68 ± 0,12

Quercetina 3,12 ± 0,03

Resultados expressos em IC50 ± SD para atividade antioxidante e para a quantificação de polifenois mg de ácido tânico por grama da amostra (mg EAT/g) para fenóis totais; mg de rutina por grama da amostra (mg ER/g) para flavonoides totais e miligramas de cumarina por grama de extrato (mg EC/g) para as cumarinas.

Constatou-se que os 60 extratos hidroetanólicos, na região do Vale do Juruema, exibiram, em maior ou menor grau, capacidade de redução do radical DPPH, enquanto que no ensaio de FRAP 21 destes mostraram-se capazes de reduzir o íon férrico (Fe+3).

Nenhum dos extratos triados apresentou CI50 para o teste de NO, no entanto, a quercetina, padrão para este ensaio, apresentou intensa atividade antioxidante com CI50 = 3,12± 0,03 µg/mL. Treze plantas destacaram-se por sua atividade antioxidante no modelo de DPPH, os EHBe (CI50 = 0,39 ± 0,08 µg/mL), os extratos hidroetanólicos de Himatanthus sucuubus (EHHs) (CI50 = 0,41 ± 0,13 µg/mL), o EHCr (CI50 = 0,44 ± 0,16 µg/mL),

Spondias mombim (EHSm)(CI50 = 0,47 ± 0,01 µg/mL), Copaifera langsdorffii

(EHCl)(CI50 = 0,49 ± 0,11 µg/mL), Cuphea carthagenensis (EHCc) (CI50 = 0,49 ± 0,06

µg/mL), EHHm (CI50 = 0,49 ± 0,13 µg/mL), EHMu (CI50 = 0,49 ± 0,09 µg/mL),

Pothomorphe umbellata (EHPu) (CI50 = 0,49 ± 0,11µg/mL), EHCo (CI50 = 0,56 ± 0,08

µg/mL), Annona muricata (EHAm) (CI50 = 0,58 ± 0,06 µg/mL), Pteridium aquilinum

(EHPa) (CI50 = 0,59 ± 0,07 µg/mL) e EHCa (CI50 = 0,64 ± 0,04 µg/mL). Vale destacar, que esses extratos (EHBe, EHHs, EHCr, EHSm, EHCl, EHCc,

EHHm, EHMu, EHPu, EHCo, EHAm, EHPa e EHCa) apresentaram valores de CI50 inferiores ao da droga padrão ácido ascórbico (CI50 = 1,90 ± 0,01 µg/mL) frente ao modelo DPPH. No modelo de FRAP, apenas o extrato hidroetanólico de Laportea aestuans

(EHLp) (CI50 = 0,33 ± 0,06 µg/mL), apresentou CI50 menor que o padrão (CI50 = 1,68 ± 0,12 µg/mL).

Embora os EHVt (CI50 = 13,70± 0,37 µg/mL), EHCo (CI50 = 56,37± 0,75

µg/mL), EHBg (CI50 = 60,76± 1,52 µg/mL), EHCr (CI50 = 64,00 ± 4,43 µg/mL) e EHBe

(CI50 = 65,00 ± 8,67 µg/mL), tenham apresentado CI50 maiores que o padrão (CI50 = 1,68 µg/mL), foram os que se destacaram dentre os extratos que apresentaram atividade antioxidante no modelo de FRAP e por estas razões foram selecionados para aprofundamento dos estudos antioxidantes.

Tabela 09. Avaliação da atividade antioxidante e dos teores de fenóis totais, flavonoides totais e cumarinas dos extratos hidroetanólicos de plantas medicinais utilizadas para o tratamento de infecções pela população da microregião do Norte Araguaia, Mato Grosso, Brasil.

P* DPPH FRAP NO Fenóis totais Flavonoides totais Cumarinas ESPÉCIE/EXTRATO CI ± SD, μg/mL mg EAT/g ± SD mg ER/g ± SD mg EC/g ± SD 50

Cochlospermum regium (Mart. Ex Sch.) Pilg. RA 291,70 ± 0,34 > 800 > 800 0,16 ± 0,00 0,01 ± 0,00 0,03 ± 0,00

Volchysia hankeans (Spreng) Mart C 308,60 ± 0,77 > 800 > 800 0,12 ± 0,00 0,01 ± 0,00 0,01 ± 0,00

Volchysia hankeans (Spreng) Mart E 397,80 ± 0,57 747,75 ± 381,38 > 800 0,16 ± 0,00 0,03 ± 0,00 0,10 ± 0,00

Chiococca alba (L.) RA 370,00 ± 0,69 683,33 ± 60,04 > 800 0,14 ± 0,01 0,02 ± 0,00 0,06 ± 0,00

Cnidoscolus urens (L.) Arthur RA 400,10 ± 3,12 689,17 ± 44,71 > 800 0,16 ± 0,00 0,02 ± 0,00 0,03 ± 0,00

Cochlospermum orinocense (Kunth) Steud. F 0,37 ± 0,01 106,00 ± 33,97 > 800 0,17 ± 0,00 0,05 ± 0,00 0,05 ± 0,00

Cochlospermum orinocense (Kunth) Steud. RA 231,30 ± 0,02 > 800 > 800 0,16 ± 0,00 0,01 ± 0,00 0,01 ± 0,00

Copaífera langsdorfii. Desf. F 443,80 ± 2,57 235,13 ± 87,14 > 800 0,15 ± 0,00 0,07 ± 0,00 0,03 ± 0,00

Costus spicatus (Jacq.) Sw. PI 333,30 ± 11,73 201,68 ± 14,73 > 800 0,12 ± 0,00 0,06 ± 0,00 0,05 ± 0,00

Dipteryx alata Vogel. E 366,70 ± 6,96 > 800 > 800 0,19 ± 0,01 0,07 ± 0,00 0,09 ± 0,00

Eupatorium maximiliani Schrada ex. DC. F 12,46 ± 1,74 252,88 ± 11,62 > 800 0,19 ± 0,01 0,06 ± 0,00 0,10 ± 0,00

Ficus sp. F 505,60 ± 17,45 451,11 ± 39,62 > 800 0,14 ± 0,00 0,05 ± 0,00 0,04 ± 0,00

Hymenaea stigonocarpa Mart. Ex Hayne. E 137,50 ± 12,79 126,34 ± 4,82 > 800 0,17 ± 0,00 0,03 ± 0,00 0,06 ± 0,00

Hyptis suaveolens (L.) Poit. PI 172,20 ± 8,39 535,13 ± 47,13 > 800 0,15 ± 0,00 0,04 ± 0,00 0,05 ± 0,00

Jacaranda copaia (Aubl.)D. Don. RA 125,00 ± 12,22 699,00 ± 50,67 > 800 0,16 ± 0,00 0,02 ± 0,00 0,04 ± 0,00

Jacaranda copaia (Aubl.) D. Don. F 0,38 ± 0,02 300,76 ± 12,82 > 800 0,17 ± 0,00 0,07 ± 0,00 0,08 ± 0,00

Salvertia convallariodora A.St.-Hil. F 63,24 ± 10,59 552,09 ± 69,05 > 800 0,16 ± 0,00 0,04 ± 0,00 0,03 ± 0,00

Machaerium stipitatum (DC.) Vogel. F 480,00 ± 25,69 312,00 ± 38,59 > 800 0,17 ± 0,00 0,05 ± 0,00 0,07 ± 0,00

Machaerium stipitatum (DC.) Vogel RA 127,70 ± 8,97 224,00 ± 24,21 > 800 0,18 ± 0,00 0,03 ± 0,00 0,02 ± 0,00

Maclura tinctoria (L.) D. Don ex Steud. F 133,80 ± 7,26 470,00 ± 28,15 > 800 0,16 ± 0,00 0,03 ± 0,00 0,10 ± 0,00

Manihot anomala Pohl F 325,00 ± 19,58 > 800 > 800 0,19 ± 0,00 0,02 ± 0,00 0,02 ± 0,00

Melinis minutiflora PI 427,70 ± 5,35 394,50 ± 70,74 > 800 0,15 ± 0,00 0,04 ± 0,00 0,04 ± 0,00

Virola elongata (Benth.) Warb. E 461,10 ± 7,04 148,18 ± 38,82 > 800 0,17 ± 0,00 0,06 ± 0,00 0,03 ± 0,00

Philodendron imbe Schott ex Endl F 25,49 ± 1,58 640,00 ± 103,13 > 800 0,12 ± 0,00 0,04 ± 0,00 0,04 ± 0,00

Pouteria ramiflora (Mart.) Radlk F 116,70 ± 6,95 130,75 ± 27,95 > 800 0,16 ± 0,00 0,05 ± 0,01 0,02 ± 0,00

Qualea grandiflora Mart. F 157,10 ± 9,55 315,22 ± 22,12 > 800 0,16 ± 0,00 0,04 ± 0,00 0,03 ± 0,00

Scleria pterota C. Presl PI 17,24 ± 2,09 343,15 ± 32,27 > 800 0,16 ± 0,00 0,07 ± 0,00 0,07 ± 0,00

Tachigali aurea Tul. F 250,00 ± 8,90 193,94 ± 27,10 > 800 0,18 ± 0,01 0,08 ± 0,00 0,05 ± 0,00

Simarouba versicolor A.St.-Hil. F 103,80 ± 10,43 148,14 ± 70,12 > 800 0,17 ± 0,00 0,08 ± 0,00 0,06 ± 0,00

Simarouba versicolor A.St.-Hil. C 150,00 ± 6,50 257,25 ± 101,53 > 800 0,17 ± 0,00 0,03 ± 0,00 0,04 ± 0,00

Tabebuia impetiginosa (Mart. Ex. DC) Staff F 283,20 ± 16,80 > 800 > 800 0,15 ± 0,00 0,03 ± 0,00 0,02 ± 0,00

Tachigali rubiginosa (Mart. ex Tul.) Oliveira-Filho. F 312,50 ± 16,25 100,79 ± 5,20 > 800 0,17 ± 0,00 0,10 ± 0,00 0,05 ± 0,00

Terminalia argentea Mart. & Zucc. F 350,00 ± 16,41 69,16 ± 3,06 > 800 0,18 ± 0,00 0,08 ± 0,00 0,03 ± 0,00

Terminalia argentea Mart. & Zucc. C 116,70 ± 5,56 75,33 ± 10,50 > 800 0,21 ± 0,00 0,05 ± 0,00 0,02 ± 0,00

Vismia japurensis Reichardt. F 20,24 ± 1,73 174,00 ± 27,36 > 800 0,16 ± 0,00 0,08 ± 0,00 0,05 ± 0,00

Zanthoxylum riedelianum Engl. E 0,47 ± 0,01 261,00 ± 3,60 > 800 0,16 ± 0,00 0,03 ± 0,00 0,05 ± 0,00

Sapium obovatum Klotzsch ex Müll. A C 114,50 ± 12,39 149,95 ± 24,11 > 800 0,16 ± 0,00 0,03 ± 0,00 0,04 ± 0,00

A identificar E 67,19 ± 5,65 > 800 > 800 0,10 ± 0,00 0,01 ± 0,00 0,01 ± 0,00

A identificar F 8,75 ± 1,91 546,00 ± 63,02 > 800 0,16 ± 0,00 0,09 ± 0,00 0,06 ± 0,00

Ácido ascórbico 1,39 ± 0,04 1,73 ± 0,17

Quercetina 2,34 ± 0,12

Resultados expressos em CI50 ± SD para atividade antioxidante e para a quantificação de polifenois mg de ácido tânico por grama da amostra (mg EAT/g) para fenóis totais; mg de rutina por grama da amostra (mg ER/g) para flavonoides totais e miligramas de cumarina por grama de extrato (mg EC/g) para as cumarinas.

Quanto a atividade antioxidante na microregião do Norte Araguaia, constatou-se que os 39 extratos hidroetanólicos exibiram, em maior ou menor grau, capacidade de redução do radical DPPH, enquanto que no ensaio de FRAP 33 destes mostraram-se +3 capazes de reduzir o íon férrico (Fe ). Nenhum dos extratos triados apresentou CI50 para o teste de NO, no entanto, a quercetina, padrão para este ensaio, apresentou intensa atividade antioxidante com CI50 = 2,34± 0,12 µg/mL.

Apenas duas plantas apresentaram valores de CI50 inferiores ao da droga padrão

ácido ascórbico (CI50 = 1,39 µg/mL) frente ao modelo DPPH, os EHCre (CI50 = 0,37 ±

0,01 µg/mL) e o EHZr (CI50 =0,47 ± 0,01 µg/mL). Quanto à atividade antioxidante no poder de redução do íon férrico, destacou-se o EHTa obtido das suas cascas e folhas (CI50 = 69,16 ± 3,06 e 75,33 ± 10,50 µg/mL, respectivamente), entretanto, com valores superiores aos encontrados para padrão.

6.4 Análises fitoquímicas

Constatou-se que nos 60 extratos hidroetanólicos, da região do Vale do Juruema, em maior ou menor quantidade teores de compostos polifenólicos. Os teores de fenois totais nos extratos hidroetanólicos variaram de 0,06 a 10,91 mgEAt/g, respectivamente, sendo maiores nos EHBe (10,91 ± 0,39 mgEAt/g), EHCo (8,98 ± 0,36mgEAt/g) e EHPi (6,02 ± 0,01 mgEAt/g) e menores noEHGi (0,06 ± 0,00mgEAt/g),Curcuma zedoária (0,07 ± 0,00 mgEAt/g) e EHHc (0,09 ± 0,02 mgEAt/g).

Os teores de flavonoides totais variaram de 0,01 a 4,40 mgER/g, sendo maiores nos EHPi (4,40± 0,02 mgER/g), EHDo (3,67± 0,04 mgER/g) eEHAc (2,95 ± 0,02 mgER/g) e menores no EHGi (0,01 ± 0,00 mgER/g), Simaba ferruginea (0,01± 0,00 mgER/g) e Centratherum punctatum(0,02 ± 0,00 mgER/g). Já os teores de cumarinas variaram de 0,011 a 2,09 mgEC/g, sendo maiores no estratos hidroetanólico de Arrabidedea chica (2,09± 0,01 mgEC/g), EHCci (1,93 ± 0,01 mgEC/g) e EHDo (1,80 ± 0,00 mgEC/g),e menores nos EHGi (0,01 ± 0,00 mgEC/g), EHSf (0,02 ± 0,00 mgEC/g), EHSa e EHCc (0,03 ± 0,00 mgEC/g). Quanto à microrregião do Norte Araguaia, verificou-se que os 39 extratos hidroetanólicos, deste local exibiram em maior ou menor quantidades, teores de compostos polifenólicos. Os teores de fenois totais nos extratos hidroetanólicos variaram de 0,10 a 0,21mgEAt/g, respectivamente, sendo maiores nas cascas do EHta (0,21 ± 0,00 mgEAt/g), Dipteryx alata (0,19± 0,01mgEAt/g) e Manihot anomala (EHMa)(0,19 ± 0,00 mgEAt/g)e menores nos EHQe (0,10 ± 0,00 mgEAt/g), nas cascas do Calycophyllum sp. (0,12 ± 0,00 mgEAt/g) e Costus spicatus(0,12 ± 0,00 mgEAt/g). Os teores de flavonoides totais variaram de 0,01 a 0,10 mgER/g, sendo maiores nas folhas deTachigali rubiginosa (EHTr) (0,10 ± 0,00mgER/g), nas folhas do EHQe (0,09 ± 0,00 mgER/g) e Tachigali aurea (0,08 ± 0,00 mgER/g) e menores nos Calycophyllum sp. (0,01 ± 0,00 mgER/g), na entrecasca do EHQe (0,01 ± 0,00 mgER/g) e nas raízes do EHCre (0,01± mgER/g). Já os teores de cumarinas variaram de 0,01 a 0,105 mgEC/g, sendo maiores no EHMt (0,105 mgEC/g), na entrecasca de Calycophyllum sp. e Eupatorium maximiliani(0,099 mgEC/g), e menores (PARTE) Calycophyllum sp. (0,01 mgEC/g), nas raízes do EHCre (0,011 mgEC/g) e na entrecasca do EHQe (0,01 ± 0,00 mgEC/g).

7. DISCUSSÃO

Mesmo ao ostentar o título de maior biodiversidade do mundo, o Brasil conhece pouco e/ou até mesmo desconhece as propriedades medicinais da sua flora. Sendo assim, é imprescindível pesquisas que envolvam estudos etnobotânicos, investigações

fitoquímicas e farmacológicas a fim de se buscar fontes e/ou protótipos para o desenvolvimento de novos medicamentos. Nesse contexto, a pesquisa com plantas medicinais pode representar uma alternativa terapêutica para o combate de organismos patogênicos, bem como contra microrganismos resistentes (como as superbactérias), consequência direta do uso prolongado e, especialmente, indiscriminado de antibióticos e o reino vegetal é responsável pela maior parcela da diversidade química conhecida e registrada na literatura (Viegas Júnior et al., 2006Samy; Gopalakrishnakone, 2008; Mohammed; Al- Bayati, 2009). Para se avaliar as potencialidades das espécies vegetais, com intuito de revelar novas substâncias, várias metodologias são descritas, dentre elas, a microdiluição em caldo, metodologia clássica para estudos de susctebilidade antimicrobiana, na qual determina-se a CIM (CLSI, 2012). Alves et al. (2008) afirmaram que a determinação daCIM é, sem dúvida, o melhor método para se avaliar a sensibilidade antimicrobiana. Sendo assim, para se determinar essa CIM, foram preparados, das plantas selecionadas, extratos hidroetanólicos, uma vez que simulam o uso popular, com a vantagem de que, este solvente extrator promove melhor arraste de substâncias quando comparadas ao extrato aquoso, além de evitar o crescimento indesejado de microrganismos no processo de maceração do pó (Shabir et al., 2011). Como veremos adiante, em ambas as regiões, o indice de espécies vegetais com atividade antibacteriana foi relevante, têm um imenso potêncial ainda não totalmente conhecido. Houve predomínio de atividade antibacteriana para cepas Gram-positivas na região do Vale do Juruena e na microrregião do Norte Araguaia. Essa constatação pode ser em função constituição morfológica desses microrganismos. Menezes et al. (2007) afirmam que a complexidade das espécies Gram-negativas as torna menos suscetíveis a produtos antibacterianos. No mais, essa detecção indica certa especificidade de ação destes extratos, o que é interessante para uma droga antimicrobiana, pois confere a ela certa seletividade. Constataram-se perfis espectrais de bastante variados, para as espécies da região do Vale do Juruena, porém a atividade foi bacteriostática para todos os extratos desta região.

Embora, não tenham sidos encontrados na literatura estudos anteriores sobre a atividade antibacteriana da entrecasca de Bauhinia glabra, gênero é utilizado popularmente no tratamento de infecções (Cechinel Filho, 2009) e no presente trabalho o EHBg mostrou-se mais ativo frente Klebsiella pneumoniae, uma das enterobactérias mais comuns dentre os agentes de infecções hospitalares, em especial em pacientes imunocomprometidos (Giske et al., 2008), indicando seu potencial em patologias decorrentes deste agente etiológico. Behrami et al. (2014) relataram atividade de 5 compostos sintetizados e purificados de Dipteryx odorata contra Staphylococcus aureus (halos de inibição = entre 13-23 mm), Escherichia coli (halos de inibição = entre 10-22 mm) e Bacillus cereus (halos de inibição = entre 09-24 mm), esta ultima cepa não foi avaliada em nosso estudo. Apesar de empregarmos uma metodologia diferente nossas respostas foram semelhantes para as duas primeiras cepas, entretanto as concentrações testadas (2, 3 e 5 mg/mL) por Behrami et al. (2014)se classificadas de acordo com critério de Holetz (2002), seriam inativas. Os achados da literatura são controversos quanto à atividade antibacteriana de Gallesia integrifolia. Bussmann et al. (2010) relatam que o extrato etanólico dos seus galhos são ativos contraStaphylococcus aureus (halo de inibição = 19 mm) e inativos frente a Escherichia coli. Em nosso estudo, o EHGi foi ativo frente a essas duas cepas. Júnior et al. (2009) verificaram que o EHGi obtidos das folhas não apresentaram atividade contra Aggregatibacter actinomycetemcomitans, Fusobacterium nucleatum, Porphyromonas gingivalis, Prevotella intermedia, Streptococcus mutans, Pseudomonas aeruginosa e Enterococcus faecalis. Em nosso estudo o EHGi obtidos das cascas foram ativos para essas duas últimas cepas. Júnior et al. (2009) relataram que tais resultados podem ter ocorrido em função do período da coleta da planta. Gobbo-Neto e Lopes (2007) afirmam que existem vários fatores que podem interferir explicar as diferenças de atividade encontradas, dentre estes estão a sazonalidade, temperatura, disponibilidade hídrica, radiação ultravioleta, adição de nutrientes, poluição atmosférica, danos mecânicos e ataque de patógenos. Destaca-se que este é o primeiro reporte de atividade antibacteriana da espécie Gallesia integrifolia frente a quatro importantes bactérias patogêncicas, Shigella flexneri enterobactéria responsável por cerca de 80-165 milhões de casos de disenteria grave e 600 mil mortes anualmente (O’Neill, 2015),

Streptococcus pyogenesassociado a uma variedade de infecções, tais como erisipela,fasceíte necrosante, formação de biofilmes e faringite e, especialmente, em quadros de bacteremia (Fiedler et al., 2015), Salmonella typhimurium, causa de doenças gastrointestinais transmitidas por alimentos (Lathrop et al., 2015)e Klebsiella pneumoniae. Os resultados do presente trabalho permitem inferir um potencial antibacteriano de Gallesia integrifolia e tornam necessários a continuidade dos estudos farmacológicas e fitoquímicas com o EHGi. A maioria dos estudos encontrados na literatura da espécie Hedychium coronarium referem-se à atividade antibacteriana do óleo essencial obtido do rizoma desta planta e abrangeram cepas distintas das avaliadas nesse trabalho, à exceção de Staphylococcus aureus com MIC = 4,2 mg/mL (Joy et al., 2007) e MIC = 7,8 µg/mL, Shigella flexneri (MIC = 31,13 µg/mL) e Escherichia coli (MIC = 7,8 µg/mL) (Joshi, 2008), sendo estes valores, respectivamente, cerca de 168 vezes maior, 3 vezes menor e 13 vezes menor e, no caso da última cepa, sem atividade no EHHc. Ainda para a o óleo essencial nos estudos de Suksathan et al. (2013) apresentou atividade para Staphylococcus aureus, Bacillus subtilis e Escherichia coli (halo de inibição = 13, 15 e 9 mm, respectivamente). Nos estudos de Ho (2011), demonstrou atividade (halos de inibição > 10 mm) contra Staphylococcus aureus, Staphylococcus epidermidis, Escherichia coli e Pseudomonas aeruginosa para o extrato aquoso e metanólico das folhas e rizomas de Hedychium coronarium em ensaio de difusão em disco. Em nosso estudo, o EHHc foi inativo frente às cepas de Escherichia coli, Pseudomonas aeruginosa e Bacillus subtiliso que pode ser explicado, possivelmente devido a diferenças quanto aos derivados de drogas vegetais utilizados, ao método utilizados bem como a aspectos realicionados a sazonalidade (Souza Filho et al., 2009).Reuk-ngam et al. (2014), mostraram que a coronarin D, isolated mainly from the rhizomes of Hedychium coronarium, tem atividade antibacteriana mais pronunciada que as encontradas no EHHc, com MIC 2 vezes menor para Staphylococcus aureus, 16 vezes menor para Staphylococcus epidermidis, no caso de Enterococcus faecalis sem atividade no EHHc (MIC = 12,5 e 50 µg/mL, respectivamente). Esses resultados sugerem que a coronarin D, pode ser responsável pelo menos em parte pela atividade antibacteriana e que o seu isolamento leva potencializa o efeito, no entanto, sendo necessário estudos fitoquímicos para demonstrar a sua presença no EHHc.

A espécie Cordia nodosa merece destaque por ter apresentado boa atividade frente a duas importantes bactérias patogêncicas a Shigella flexneri e Staphylococcus epidermidis, esta última é frequentemente associada a infecções nosocomiais (Souza; Figueiredo, 2008). Não há estudos prévios com o EHCn, porém há relatados de atividade para algumas de suas frações (Santos et al., 2014) frente a Staphylococcus aureus e Staphylococcus epidermidis (halos de inibição = 8 e 15 mm, respectivamente), contudo em concentrações elevadíssimas (125-1000 mg/mL), e conforme critérios de Holetz (2002), nestas concentrações, as frações podem ser consideradas inativas, corroborando, assim, com nossos achados. Esse é o primeiro reporte de atividade do EHCn frente à Shigella flexneri. Os resultados do presente trabalho tornam necessários a continuidade dos estudos farmacológicas e fitoquímicas com o EHCn. Os extratos que exibiram atividade frente ao Helicobacter pylori foram motivos de destaque, tendo em vista que este bacilo gram-negativo flagelado é referido como sendo o principal agente etiológico principal da gastrite crônica, úlcera gastroduodenal, adenocarcinoma e linfomas gástricos (Murray et al., 2011). Dentre eles estão, destacaremos quatro com menores CIM. Esse é o primeiro relato de atividade para os EHCr, EHBe, EHCa e EHSm frente a essa cepa, tornando estas plantas promissoras para o tratamento de infecções por Helicobacter pylori. Lima Neto et al. (2009) relatam que o EHCr possui atividade frente a Staphylococcus aureus, Enterococcus faecalis, Escherichia coli ePseudomonas aeruginosa (MIC = 250-1000 µg/mL), em nosso estudo foi inativo frente a estas cepas. Segundo Gobbo-Neto e Lopes (2007), inúmeras variáveis intererem e explicam essas divergências, dentre elas, os fatores sazonais (ex. local e época da coleta). Liu et al. (2013) relataram que o óleo essencial de Chenopodium ambrosioides apresenta atividade (MIC = 640 µg/mL) contra cepas resistentes de Helicobacter pylori, porém em concetrações elevadas, podendo-se considerar como sendo de fraca atividade. Adicionalmente, à atividade anti- Heliciobacter pylori, o EHSm apresentou moderada atividade contra Enterococcus faecalis e Staphylococcus aureus (MIC = 200 e 400 µg/mL, respectivamente) e fraca para Streptococcus pyogenes (MIC = 800 µg/mL). Maduka et al. (2014), demonstraram que os extratos etanólico das folhas e das cascas de Spondias mombin apresentaram atividade frente a Escherichia coli (halos de inibição de 20% para ambos), Klebsiella

pneumonie e Pseudomonas aeruginosa (halos de inibição de 40 e 20%, respectivamente) e Staphylococcus aureus (halos de inibição de 60% paar ambos), sendo que para esta última cepa os resultados convergem com os nossos. Em nosso trabalho, o EHSm foi inativo frente às cepas de Escherichia coli, Pseudomonas aeruginosa e Klebsiella pneumonie podendo esta inatividade dever-se à metodologia empregada (meio sólido x meio líquido) ou mesmo a variações sazonais (ex. local de coleta) (Souza Filho, 2009). Quanto a atividade antibacteriana na microrregião do Norte Araguaia, destacou- se a espécie Terminalia argentea. O único estudo antibacteriano da espécie é o de Bianco (2004), no qual o EHTa obtidos das cascas não foi ativo frente a cepas ATCC e isolados clínicos de Streptococcus mutans. Mokgoatsane (2011) constatou que o extrato metanólico e as frações hexanânica, diclorometanica e acetato de etila de seis espécies de Terminalia, são ativas contra Pseudomonas aeruginosa, Escherichia coli, Enterococcus faecalis e Staphylococcus aureus. Apesar de ser um gênero bem estudado há carências e informações sobre atividade antibacteriana da espécie Terminalia argentea na literatura, sendo necessários estudos fitoquímicos e farmacológicos do EHTa. Os estudos da literatura são controversos quanto à atividade antibacteriana de Chiococca alba, este o primeiro reporte de atividade do EHCh contra Shigella flexneri. Meléndez e Capriles (2006) demonstraram que o extrato metanólico da espécie não é ativo frente à Escherichia coli e Staphylococcus aureus. Dados que corroboram com nossos achados, entretanto, Lozano et al. (2013) constaram que o EHCh é ativo frente a esta última cepa e Pseudomonas aeruginosa (halo de inibição = entre 7-15 e 16-20 mm, respectivamente). De acordo com Packer (2007) a divergência nesses achados poderia ser explicada devido a fatores climáticos, ambientais e sazonais. No presente trabalho, registra-se pela primeira vez a atividade antinacteriana de Virola elongata contra Shigella flexneri. Várias espécies do gênero possuiem atividade antibacteriana, por exemplo, os extratos e frações de Virola calophylla (Salazar et al., 2007) e o extrato aqueoso de Virola sebifera (Velasco et al., 2005).Nesse contexto,podemos inferir que EHVe apresenta potencial fitoterápico, necessitando, no entanto, de mais investigações farmacológicas e químicas.

Destacaremos os extratos que exibiram atividade frente ao Helicobacter pylori, pois, apesar da eficácia do tratamento atual, há o surgimento de cepas bacterianas resistentes aos antibióticos. Esse é o primeiro relato de atividade anti-Helicobacter pylori para o EHCco, EHZr e EHJco. Não há relatos na literatura da atividade antibacteria da espécie Cochlospermum orinocense. Há carências de estudos antibacterianos de Zanthoxylum riedelianum, contudo pertence a um gênero com espécies de grande espectro antibacteriano, como o extrato de Zanthoxylum armatum (Panthi; Chaudhary, 2006) e isolados de Zanthoxylum quinduense (Patiño et al. 2011). Em nosso trabalho, apesar do baixo espectro do EGZr, sua potente anti-Helicobacter pylori, torna-o canditado fitoterápico em potencial, sendo necessário desenvolver mais estudos para elucidar o mecanismo de ação sobre os fatores de virulência da Helicobacter pylori. Além da atividade anti-Helicobacter pylori para o EHJco este é o primeiro relato de antividade antibacteriana contra Bacillus subtilis. Diversas espécies desse gênero possuem antividade antibacteriana reportada na literatura, Jacaranda caucana (Correa; Bernal, 1989) e Jacaranda mimosifolia (Rojas et al., 2006; Gachet et al., 2007). Dessa forma, os resultados permitem inferir um potencial antibacteriano de Jacaranda copaia, contudo, carecem de investigações fitoquímicas e farmacológicas. Os EHCce, EHZr e EHJco podem caracterizar-se como potenciais protótipos e/ou incremento para o tratamento de infecções associadas ao Helicobacter pylori, todavia é necessário estudos fitoquímicos e farmacológicos dessas espécies. No que diz respeito a atividade antifúngica, constatou-se perfis espectrais bastante variados em ambas as regiões. É indispensável que se busque fármacos antifúngicos, mais potentes, mas, sobretudo, mais seguros que os existentes, visto que o tratamento das micoses humanas não é sempre efetivo. Quanto a atividade antifúngica da região do Vale do Juruena, este é o primeiro relato de atividade antifúngica para o EHBe, embora Martins et al. (2014) demonstraram que o óleo puro (V = 500-1500 µL) obtido das castanhas de Bertholletia excelsa é ativo frente a cepas toxicogênicas de Aspergillus parasiticus atividade não verificada para o EHBe, entretanto, vale ressaltar que a concentração testada por Martins et al. (2014) se classificada de acordo com critério de Holetz (2002), seriam inativas, foram empregados diferentes constituintes químicos dos derivados vegetais (óleo essencial x extrato hidroetanólico) a parte da planta testada era diferente

(amendoas x cascas) e ainda a metodologia empregada (difusão em disco x microdiluição em caldo) (Raven et al., 2007). As leveduras do gênero Candida são os agentes mais comuns de infecção hospitalar. Candida glabrata possui sensibilidade reduzida à maioria dos antifúngicos convencionais e está associada a infecções cutâneo- mucosas e sistêmicas (Kuse et al., 2007). Já as infecções por Cryptococcus neoformans ocorrem em pacientes com estado avançado de HIV/AIDS e estima-se que um milhão de pessoas estejam infectadas com meningite criptocócica no mundo (Park et al., 2009).Por último, temos os fungos filamentosos que possuem alta taxa de letalidade, dentre eles o gênero Aspergillus, que destaca-se por conter espécies contaminantes mais frequentes em unidades de terapia intensiva e centros cirúrgicos, causando principalmente endocardites e infecções pulmonares (Costa; Zanella, 2012, Andrade et al., 2015). Com base nos resultados obtidos, o EHBe é um candidato promissor para o tratamento de afecções fúngicas, ressaltando-se a necessidade de mais estudos farmacológicos e fitoquímicos com vistas a elucidação de seu mecanismo de ação e identificação dos compostos responsáveis por esse efeito. Este é o primeiro relato de atividade antifúngica da espécie Vitex triflora contra Cryptococcus neoformans, Aspergillus parasiticus, Aspergillus fumigatus, Penicillium verrucosum e Microsporum gypseum. Em torno de 89,3% dos casos de colonização intracavitária pulmonar são causados pelas espécies Aspergillus fumigatus possui alto índice de mortalidade chegando a atingir os 85% mesmo após a administração de terapêutica antifúngica (Guazzelli, 2011). Penicillium verrucosum é comumentemente encontrado em produtos estocados (cevada, trigo), em regiões de clima temperado, podendo produzir ocratoxina A, que é carcinogênica (Iamanaka et al., 2010). Sendo assim, esses extratos configuram como alternativas de tratamento no combate a infecções oportunisticas, portanto apresentam-se como potenciais fitoterápicos em situações de infecções nosocomiais e dermatofitoses. Silva et al. (2012) não constaram atividadedo extrato metanólico de Echinodorus scaber (Echinodorus macrophyllus Mich.) contra Candida albicans. Em nosso estudo apresentaram inibição do crescimento de Candida glabrata, Cryptococcus neoformans Candida albicans, Candida albicans fluconazol-resistente, Candida tropicalis e Aspergillus niger. É muito importante ressaltar que existem diferenças entre as composições químicas das plantas, em decorrência dos locais e épocas do ano da

coleta das espécies vegetais e, além disso, há metodologia empregada para avaliar essa atividade também foi diferente (difusão em disco x microdiluição em caldo). Silva et al. (2013) relataram que três isolados do óleo essencial de Echinodorus macrophyllus, possuem atividade antifúngica reportada na literatura. Nesse contexto, a atividade antifúngica do EHEs pode estar parcialmente ligada a presença de carotenóides e ésteres carboxílicos, no entanto, necessitam de investigações fitoquímicas e farmacológicas para que se possa comprovar o envolvimento destes. Sá et al. (2009) mostraram que o extrato metanólico de Myracrodruon urundeuva são ativos contraváriaas espécies de Fusarium, cepas não avaliadas em nosso estudo. Acrescentamos a literatura a atividade antifúngica do EHMu contra Aspergillus fumigatus, Aspergillus níger, Aspergillus parasiticus, Penicillium verrucosum, Trichophyton mentagrophytes e Microsporum gypseum. As dermatofitoses são as infecções fúngicas mais frequentes no mundo, afetando diversas faixas etárias e acarretando diminuição na qualidade de vida dos pacientes acometidos, além de prejuízo econômico pelos gastos com tratamento, dentre elas destaca-se Microsporum gypseum é responsável por 20% dos casos destas infecções. Nesse contexto, o EHMu destaca-se por representar uma opção de tratamento para dermatofitoses, contudo investigações fitoquímicas e farmacológicas são essenciais para o entendimento de seu mecanismo de ação bem como identificação das substâncias responsáveis por essa inibição. É de extrema importância o estudo de susbtâncias que tratem as micoses humanas, pois os fármacos antifúngicos disponíveis produzem recorrência ou causam resistência, além de apresentarem importante toxicidade. Nesse contexto destacou-se a microrregião do Norte Araguaia, com vários extratos vegetais despontando como possíveis agentes terapêuticos contra patógenos oportunistas e dermatofitoses. Inácio et al. (2013) relataram atividade da droga vegetal, droga vegetal autoclavada, extrato aquoso e hidroalcoólico de Cochlospermum regium contra Candida albicans (halos de inibição = 20,3 - 23,7), Candida parapsilosis (halos de inibição = 24 - 34,7). Em nosso estudo também foi cosntatada atividade do EHCch para essa primeira cepa, acrescentamos a atividade frente a Candida albicans fluconazol-resistente. Diferenças de resultado quanto a segunda cepa avaliada por Inácio et al. (2013), podem ter ocorrido em função da metodologia empregada (difusão em disco x microdiluição

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em caldo). Acrescentamos a literatura a atividade do EHCch contra Penicillium verrucosum, Trichophyton mentagrophytes,Microsporum gypseum, Aspergillus fumigatus, Aspergillus niger, Aspergillus parasiticus e Aspergillus terreus.Investigações químicas e farmacológicas são essenciais para se comprovar o potencial dessa planta no trabamento de infecções fúngicas. Dados da literatura são divergentes quanto a atividade antifúngica de Qualea grandiflora. Fausto (2010) reporta atividade extrato etanólico e a fração acetatato de etila contra Candida parapsilosis. Costa et al. (2008) relataram que o extrato etanólico de Qualea grandiflora é inativo frente a Candida albicans, Candida parapsilosis, Candida tropicalis, Aspergillus parasiticus, Trichophyton mentagrophytes, Trichophyton rubrum e Microsporum gypseum (halos de inibição ≤ 7mm). Para essas duas últimas cepas, o EHQg foi inativo, em nossos estudo, entretanto, para as outras citadas apresentou atividade antifúngica. Essas diferencas nas respostas podem dever-se ao metodo empregado (meio sólido x meio líquido) ou mesmo estar ligada a sazonalidade (ex. local de coleta) (Souza Filho, 2009). Este é o primeiro relato de atividade antifúngica da espécie Melinis minutiflora contra Penicillium verrucosum, Trichophyton rubrum, Trichophyton mentagrophytes e Microsporum gypseum. As dermatofitoses são as infecções fúngicas mais frequentes no mundo, afetando diversas faixas etárias e acarretando diminuição na qualidade de vida dos pacientes acometidos, além de prejuízo econômico pelos gastos com tratamento, e os principais problemas envolvidos na sua erradicação são, o surgimento de cepas resistentes, a baixa diversidade em relação às classes de antimicóticos e a toxicidade associada ao seu tratamento. Nesse contexto, o EHMm destaca-se por representar uma opção de tratamento para dermatofitoses, contudo investigações fitoquímicas e farmacológicas são essenciais para o entendimento de seu mecanismo de ação bem como identificação das substâncias responsáveis por essa inibição. Violante (2008) relata que o EHSv e a fração metanólica são ativas contra Candida krusei (CIM = 250 e 31,25 µg/mL, respectivamente), o EHSv e fração hexânica contra Cryptococcus neoformans (CIM = 250 µg/mL, para ambos) e a fração acetato de etila ativa contra Candida glabrata, Candida krusei e Cryptococcus neoformans (CIM = 125; 1000 e 1000 µg/mL, respectivamente). Em nosso estudo, não foi verificada atividade antifúngica do EHSv contra essas duas cepas de leveduriformes,

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entretanto, corroboram com os achados de Violante (2008) para as cepas Candida albicans, Candida glabrata e Candida tropicalis e Candida parapsilosis. Essa inatividade pode estar ligada a sazonlidade (ex. local de coleta) ou mesmo a informação genética da planta (variedade) que também afeta diretamente na quantidade de compostos dotados de atividade antifúngica (Llorach et al., 2008). Este é o primeiro relato de atividade antifúngica do EHSv contra Penicillium verrucosum, Trichophyton rubrum, Trichophyton mentagrophytes e Microsporum gypseum, assim como o EHMm, Simarouba versicolor é forte canditado ao desenvolvimento de fitoterápico para o tratamento de dermatofitoses, todavia ressalta-se a necessidade de mais estudos farmacológicos e fitoquímicos com vistas a elucidação de seu mecanismo de ação e identificação dos compostos responsáveis por esse efeito Até o presente momento a espécie com nome popular "Quanto é", não foi identificada e não há pistas sobre que família pertence. Para a avaliação da atividade antioxidante dos extratos hidroetanólicos, utilizou- se os modelos in vitro do DPPH, FRAP e NO, metodologias de avaliação indireta que empregam basicamente o mesmo fundamento, no qual um radical livre é gerado e a capacidade de uma droga teste em eliminá-lo ou neutraliza-lo é determinada através de ensaio colorimétrico (Oliveira, 2015). Considerou-se como ativos nesses modelos, apenas os extratos cujos valores de inibição da formação/sequestro de EROS permitiram o calculo da IC50. Os extratos hidroetanólicos exibiram, em maior ou menor grau, capacidade de redução do radical DPPH em ambas as regiões, no entanto, a região do Vale do Juruena, descacou-se em número de espécies no modelo antioxidante de DPPH. John e Shahidi (2010) reportaram atividade antioxidante para as frações metanólica, etanólica e acetônica das amêndoas Bertholletia excelsa no ensaio de

DPPH, entretanto com valores de IC50 na ordem de 1000 vezes maiores que os do EHBe. Esses mesmos autores mostraram que os extratos fenólicos solúveis e insolúveis da cerne, amêndoa e casca da amêndoa reduzem o íon férrico (0,21-59,20 µmol acido ascorbico eq/g), com atividade equiparável à obtida com o EHBe (IC50 = 35,22 µmoles ascorbic acid eq/mL), indicando que preparados da Bertolleta excelsa apresentam capacidade antioxidante em ambos modelos, sendo, no entanto, mais ativos no modelo de DPPH. Nessa triagem, o EHBE foi o que apresentou os maiores teores de fenois

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totais. Buratto et al. (2011) relataram que a atividade antioxidante das amêndoas de Bertholletia excelsa está associada à presença destes compostos, sugerindo que a atividade antioxidante do EHBe pode dever-se à presença desta classe metabólica. Esse é o primeiro relato sobre a atividade antioxidante do EHHs no modelo de DPPH e FRAP. Barreto et al. (2007) isolaram e determinaram a estrutura de um novo iridóide, ácido 15-desmetilisoplumierídeo. Esses compostos possuem atividade antioxidante reportada na literatura para outros modelos e podem ter contribuido, em parte, para atividade antioxidante da espécie. Lima et al. (2002), relataram atividade antioxidante frente ao DPPH• para o extrato etanólico de Cariniana rubra, contudo em concentrações cerca de 3 vezes maiores do que as obtidas nesse estudo. Lima et al. (2002) descreveram a presença de compostos fenólicos (β-sitosterol, stigmasterol, amyrin e arjunolic acid) comprovadamente antioxidantes no extrato metanólico de Cariniana rubra. Esse é o primeiro relato sobre a atividade antioxidante do EHCr no modelo de FRAP. Esses resultados indicam que os compostos fenólicos presentes em extratos polares da casca de Cariniana rubra, respondem, pelo menos em parte, pela atividade antioxidante desta. Akinmoladun et al. (2015) demonstraram que o extrato metanólico das folhas e frações de Spondias mombin apresenta atividade antioxidante frente ao radical DPPH, porém em concentrações cerca de 20 vezes maiores do que a do EHSm. Akinmoladun et al. (2010) e Igwe et al. (2010) que o extrato metanólico das folhas de Spondias mombin é rico em conteúdos flavonoides e fenois, classes metabólicas conhecidamente ricas em compostos antioxidantes e também presentes no EHSm. Santos et al. (2009) constaram que o extrato etanólico de Copaifera langsdorffii possui capacidade sequestradoda da molécula DPPH, no entanto em concentrações cerca de 150 vezes maiores que o EHCl. Costa-Machado et al (2012) constataram que oito frações dessa planta são ativas nesse modelo, contudo com concentrações entre 200 a 1700 vezes maiores do que a do EHCl. Costa et al. (2015) relataram que os extratos de Copaifera langsdorffii têm forte atividade antioxidante, porém esta pode ser devido à presença de vários outros componentes, visto que, em seus estudos não houve relação direta entre a presença de grupos polifenólicos e a capacidade antioxidante. Os teores desses compostos em nosso estudo foram baixos quando comparados as outras espécies avaliadas nesse trabalho.

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O EHHm apresentarou atividade antioxidante no modelo DPPH, sendo este o primeiro relato desta atividade para Hevea microphylla. Fernandes (2012) demonstrou que o extrato metanólico do endosperma de Hevea sp. é rico em fenóis, também presentes no EHHm (além de flavonoides e cumarinas), podendo em conjunto, serem responsáveis pelo efeito antioxidante do EHHm. Jandu et al. (2013) verificaram atividade antioxidante do extrato metanólico das cascas de Myracrodruon urundeuva no modelo de DPPH, no entanto em concentrações cerca de 7 vezes maiores do que a do EHMu. Mota et al. (2015) relata essa atividade para o extrato hidroalcoólico das folhas e cascas de Myracrodruon urundeuva, resultados semelhantes foram encontrados por Machado et al. (2014), porém em concentrações cerca de 10 e 14 vezes maiores que as do EHMm. Araújo et al. (2008) reportaram que Myracrodruon urundeuva possui altos níveis de taninos, podendo estes serem os responsáveis pelo efeito antioxidante do EHMu. A espécie Pothomorphe umbellata é bem caracterizada na literatura. Almeida

(2011) relata maior proporção de atividade para a fração hexânica (IC50 = 67,43 g/mL) frente ao modelo DPPH, porém em concentrações cerca de 130 vezes maiores que as do EHPu. Barros et al. (1996) atribuem as propriedades antioxidantes a presença de 4-NC, composto majoritário isolado da planta. Desmarchelier et al. (1996) demosntraram que o extrato de raíz de Pothomorphe umbellata mostrou um potencial antioxidante significativamente maior que o do 4-NC isolado, sugerindo a presença de compostos adicionais com atividade antioxidante. A presença desses compostos podem ser responsáveis pela atividade antioxidante demonstrada pelo EHPu. Lima (2011) mostrou que o extrato metanólico da casca de Cedrela odorata possui capacidade antioxidante em ambos os modelos, sendo, no entanto apresentando cerca de 60 e 20 vezes menos ativos que EHCo nos modelos de DPPH e FRAP, respectivamente. Rashed (2013) verificou também que o extrato metanólico assim como suas frações possuem atividade sequestradora de DPPH, no entanto, em concentrações elevadas (IC50 1mg/mL). Giordani et al. (2015) descreveram que o EHCo apresenta, dentre seus constintuintes, ácido gálico e galocatequina, e atribuiram a atividade antioxidante do extrato a presença destes compostos. A maior atividade antioxidante verificada para o EHCo, pode dever-se a diferenças dos preparados, o que resulta em variações no conteúdo e tipo de compostos fenólicos antioxidantes presentes nestes.

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Ahalya et al. (2013) reportaram que extrato etanólico das cascas Annona muricata possui atividade antioxidante no modelo DPPH, todavia em concentrações cerca de 180 vezes maiores que o EHAm. Vijayameena et al. (2013) verificaram presença no extrato aquoso, metanólico e etanólico de Annona muricata de alcalóides, flavonóides, hidratos de carbono, proteínas, glicosídeos, saponinas, taninos, terpenóides e antraquinona. A atividade antioxidante verificada para o EHAm, pode estar relacionada a preença desses compostos na planta e as diferenças na potencia pode dever-se ao tipo preparados, que resulta em variações no conteúdo e tipo de compostos fenólicos antioxidantes presentes nesta planta. Usman et al. (2012) verificaram que o extrato etanólico, metanólico e algumas frações de Pteridium aquilinum possuem atividade antioxidante frente o modelo de DPPH, entretando em concentrações cerca de 20 vezes maiores que as do EHPa. Naifu et al. (2003) relataram presença de flavonoides no extrato etanólico de Pteridium aquilinum, sugere-se que a capacidade antioxidante do EHPa pode dever-se à presença dessa classe metabólica na espécie. Barros et al. (2013) relataram que o extrato metanólico e infusão das inflorescences and upper leaves de Chenopodium ambrosioides sequestram o radical

DPPH, porém com valores de CI50 (0,62 e 0,49 mg/mL, respectivamente) cerca de 1000 vezes maiores do que o EHCa frente ao DPPH. Quanto ao FRAP, esses mesmos autores relataram que ambos os extratos eram ativos, porém em concentrações da ordem de 1000 vezes maiores do que as utilizadas em nosso ensaio com o EHCa. Adicionalmente aos fenólicos encontrado por Barros et al. (2013), o EHCa apresenta também flavonoides e cumarinas, possivelmente relacionadas a atividade antioxidante do EHCa. Quanto à atividade antioxidante e fitoquímica da microregião do Norte Araguaia. Não foi encontrada literatura estudos a despeito da atividade antioxidante de Cochlospermum orinocense, sendo este o primeiro relato dessa atividade no modelo de DPPH e FRAP. Ferreres et al. (2013) relataram que o extrato hidrometanólico de Cochlospermum angolensis é rico em compostos polifenólicos, com ácidos gálico e elágico e seus derivados, Solon et al. (2009) também constataram no extrato hidroetanólico e frações de Cochlospermum regium a presença destas substâncias

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comprovadamente antioxidantes. Nesse contexto, a atividade antioxidante do gênero, pode estar ligada a presença desses compostos nas plantas. Este é o primeiro relato de atividade antioxidante no modelo de DPPH e FRAP da espécie Zanthoxylum riedelianum. Outras espécies do gênero Zanthoxylum são dotadas de atividade antioxidante (Negi et al. 2011; Medhi, Bhaus, 2013). Os constintuintes mais comuns do genêro são, cumarianas, alcaloides, lignanas e terpenos (Fernandes et al. 2009), podendo assim a atividade antioxidante do EHZr estar ligada a presença destes compostos na espécie. Quanto à espécie Jacaranda copaia, este é o primeiro relato de atividade antioxidante no modelo de DPPH e FRAP. Várias espécies do gênero Jacaranda possuiem atividade antioxidante, como as fraçoes de Jacaranda acutifolia (Chen et al., 2006) o extrato metanólico de Jacaranda caucana (Martin et al., 2009) e Jacaranda mimosifolia (Rana et al. 2013). Mostafa et al. (2014) reportaram que diferentes classes de constituintes químicos foram reportadas no gênero, dentre elas, flavonóides, fenilpropanóides, pheniletanoides, quinonas, esteróis, ácidos graxos e triterpenos. Em nosso estudo foi verificado presença de fenois e flavonoides totais. Esses compostos podem em conjunto, serem responsáveis pelo efeito antioxidante do EHJc.

8. CONCLUSÃO

Os resultados do presente estudo identificaram algumas plantas medicinais, usadas popularmente na região do Vale do Juruena e microrregião no Norte Araguaia, para o tratamento de infecções, como bastante promissoras no tocante à atividade antimicrobiana (antibacteriana e antifúngica). Destacaram-se as espécies de amplo espectro antibacteriano: Bauhinia glabra, Dipteryx odorata e Gallesia integrifolia e Terminalia argentea e de baixo espectro, porém com elevada atividade frente a bactérias patogênicas de grande relevância clínica, as plantas Cordia nodosa, Virola elongata, Chiococca Alba, Cochlospermum orinocense, Zanthoxylum riedelianum e Jacaranda copaia. Como antifúngicos destacaram-se Bertholletia excelsa, Vitex triflora, Echinodorus scaber, Myracrodruon urundeuva, Cochlospermum regium e Qualea grandiflora por apresentar amplo espectro de atividade, Cedrela odorata, Melinis minutiflora, "Quanto é" e Simarouba versicolor pela atividade frente aos fungos

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dematófitos. Três extratos obtidos de plantas da microrregião do Norte Araguaia atuaram por mecanismo bactericida: Jacaranda copaia, Tachigali rubiginosa e Virola elongata, sendo que os demais extratos oriundos das duas regiões atuaram por mecanismos bacteriostático e/ou fungistático. Quanto à atividade antioxidante, destacaram-se as espécies: Himatanthus sucuuba, Hevea microphylla, Cochlospermum orinocense, Zanthoxylum riedelianum e Jacaranda copaia, por apresentar atividade antioxidante superior às respectivas drogas padrões e por se tratar do primeiro registro na literatura de atividade antioxidante destas nos modelos de DPPH e FRAP. Todas os extratos apresentaram em menor ou maior proporção fenóis totais, flavonoides e cumarinas, classes estas referidas na literatura por apresentar inúmeras propriedades farmacológicas, dentre as quais, antioxidante e antimicrobiana. Constatou-se, nesse estudo, as presenças de várias espécies vegetais com elevadas potentencias e atividades biológicas, o que exige a realização de mais estudos visando a identificação dos principais marcadores presentes nos extratos dessas plantas, bem como aprofundar os estudos farmacológicos, voltados a elucidação dos modos e/ou mecanismos de ação antioxidante e antimicrobiano, como passos fundamentais para o desenvolvimento de produtos de interesses para as indústrias farmacêuticas (medicamntos antimicrobianos), nutracêuticas (suplementos alimentares com antioxidantes), alimentícias (conservantes e antioxidantes de alimentos) e química (antioxidante de diversos materiais).

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9. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS

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120

ANEXO

ANEXO A - Autorização SMS/JUINA/2010

121

ANEXO B - Autorização CEP/HUJM/2008

122

ANEXO C - Autorização SEMA-MT/2011

123

ANEXO D-Autorização SMMA/JUINA/2008

124

ANEXO E - Processo arquivado DPG/MMA/2013

125

ANEXO F- Autorização de acesso de remessa de amostra de componente do patrimônio genético, CNPq/2013

126

ANEXO G Autorização CEP/HUJM/2012

127

ANEXO H Autorização SEMA-MT/2013

ANEXO I Autorização DPG/MMA/2014