VETAGRO SUP CAMPUS VETERINAIRE DE LYON

Année 2012 - Thèse n°68

Comportement et lumière chez le Dermanyssus gallinae

THESE

Présentée à l’UNIVERSITE CLAUDE-BERNARD - LYON I et soutenue publiquement le 6 décembre 2012 pour obtenir le grade de Docteur Vétérinaire

par

Rossfelder Aurore Née le 17 novembre 1985 à Paris (14ème )

VETAGRO SUP CAMPUS VETERINAIRE DE LYON

Année 2012 - Thèse n°68

Comportement et lumière chez le Dermanyssus gallinae

THESE

Présentée à l’UNIVERSITE CLAUDE-BERNARD - LYON I et soutenue publiquement le 6 décembre 2012 pour obtenir le grade de Docteur Vétérinaire

par

Rossfelder Aurore Née le 17 novembre 1985 à Paris (14ème )

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Remerciements

À Monsieur le professeur Jean Dalèry Faculté de médecine Claude bernard de Lyon

Qui nous fait l’honneur de présider le jury de thèse

Hommages respectueux

À Monsieur le professeur Lionel Zenner

Qui m’a guidé tout au long de ce travail délicat

Toute ma reconnaissance

À Monsieur Gilles Bourgoin, maître de conférences, Ecole nationale vétérinaire de Lyon

Qui nous fait l’honneur de participer au jury de thèse

Sincère remerciement

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À Melle Buisson Chloé, professeur agrégée de physique.

À Christian Farges pour ses informations venues à points nommées.

À mes familles, pour le soutien financier et moral qu’elles m’ont apporté.

À mes amis, sans qui on est perdu.

À mes animaux, qui donnent un sens à mon existence.

À Feu Mr. T. Del Rosso et Arizona.

À mes professeurs, sans qui je ne saurais pas, que je ne sais pas.

À l’équipe du laboratoire de parasitologie de l’ENVL, dont le dévouement et la gentillesse est exemplaire.

À Mr. R. Massot qui a effectué gracieusement la récolte des acariens dans les élevages.

À Mr. T. Poirel qui m’a mis le matériel du laboratoire à disposition et m’a renseignée de bon cœur quand j’en avais le besoin.

Aux techniciens de l’ENS de Montrouge

Aux élevages de poules pondeuses où ont été faits les prélèvements.

Enfin un grand merci à mon paternel sans qui toute cette aventure n’aurait jamais commencée.

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Table des matières

Préface…………………………………………………………………………………………..…………………..……..page 10

I. Partie bibliographique : généralités sur Dermanyssus gallinae……………….…………….page 13

1) Eléments de biologie……………………………………………………………………………………………...page 13

2) Comportement d’agrégation…………………………………………………………………………………...page 24

3) Lumière et arthropodes, généralités………….…………………………………………………...... page27

II. Partie expérimentale……………………………………………………………….………………………..…page 30

1) Matériel et méthode…………………………………………………………………………………………….....page 32 a-Prélèvement dans les élevages et maintien des souches au laboratoire...... ….page 32 b-Manipulation des D.gallinae …………………………………………….…………………………….……….pages35 c- Coloration des acariens et reproduction d’agrégats in vitro……………………….…………...….page38 d- Sensibilité des acariens à la lumière…..……………………………………………………………..……page39 e- Vérification des spectres lumineux émis au cours des expériences……….……………..…….page45

2) Résultats………………………………………………………………………………………………………………..page 46 a- Mortalité en fonction de la coloration……………………………………….…...………………………...page 46 b- Phénomène d’agrégation chez D.gallinae………………………………………………………………….page48 c-Expérience de sensibilité à la lumière…………………………………………………………………….page49 d- Vérification des spectre lumineux émis par le matériel ………..…………………………….….page57

3) Discussion, interprétation des résultats………………………………………………………………..…page 65 a- Expérience de mortalité……………………..……………………………………………………………………page 65 b- Expérience de sensibilité à la lumière……………………………………………………………………...page 65 c-Vérification des spectres lumineux du matériel…………………………………………………………page 67

III. Conclusion…………………………………………………………………………………………………….…….page 68

Annexes………………………………………………………………………………………………… .……………...... page 69

Bibliographie……………………………………………………………………………………………………………..page 78

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Table des Figures et des Tableaux :

Figure a : représentation d’une partie de classification phyllogénétique du vivant pour localiser l’embranchement auquel appartient le D.gallinae.………………………………………….…………….p.14

Figureb : Schématisation d’un Dermanyssus gallinae à partir d’une photographie prise au microscope optique (x100).…………………………………………….. .………………………………………..….p.15

Figure b1 : photographie prise au microscope optique (x100) de l’appareil reproducteur externe d’un Dermanyssus gallinae femelle……………………………………………………………………………………….. p.17

Figureb2 : photographie prise au microscope optique (x100) de la plaque anale d’un Dermanyssus gallinae femelle……………………………………………………………………………...………..………p.17

Figure b3 : photographie prise au microscope optique (x100) de l’organe reproducteur d’un Dermanyssus gallinae mâle……………………………………………………………………………………………………p.18 Figure b4 : photographie prise au microscope optique (x100) de la plaque anale d’un Dermanyssus gallinae mâle………………………………………………..……………………………………..….……..p.18

Figure b5 : photographie prise au microscope optique (x100) du peritrème d’un Dermanyssus gallinae adulte.…………………………………………………………………………………………..…………….……p.19

Figure c : schématisation du cycle de vie du D.Gallinae, photographies prise dans un élevage de poules pondeuses de la région Rhones-Alpes…………….………………………………………………………….p.20

Figure d : photographie prise lors d’une récolte de Dermanyssus gallinae dans un élevage de poules pondeuses de la région Rhône alpes…………….……………………………………..…………………..…p.21

Figure d1 : Photographie d’Œufs déclassés après collecte dans un élevage…..….……………… ...….p.23

Figure d2 : Poule pondeuse au sol, élevage région Rhône-Alpes……………………………………...………p.24

Figure 1 : schématisation colorée du spectre lumineux de la lumière blanche………………….……p.27

Figure 2 : photographie au moment du prélèvement des acariens dans un élevage de poules pondeuse……………………………………………………………………………………………………………… …..…………p.32

Figure 3 : Photographie d’un nid de Dermanyssus gallinae au moment de la récolte dans l’élevage de poules pondeuses……………………………………………………………………………………………… …………….p.33

Figure 4 : Agrandissement de la figure 4 …………………………………………….…………………….…….p.33

Figure 5 : Photographie légendée des récipiants dans lesquels sont maintenus les acariens au laboratoire………………………………………………………. … …………………………………………………..………..p.34

Figure 6 : Photographie légendée du montage de pipettes permettant d’aspirer un amas d’acariens……………………………………………………………………………………………………………………………...p.36 7

Figure 7 : Photographie de la pompe à vide et système d’aspiration ….…………………..………….p.36

Figure 8 : Photographie d’un acarien coloré par la poudre.………………………………………………….p.38

Figure9 : photographie des boîtes de pétri après leur utilisation……………………………..……………p.40

Figure10 : schématisation du dispositif expérimental lumineux permettant de soumettre les acariens à des longueurs d’ondes choisies ………………………………………………….….…………….……..p.41

Figure 11 : photographies légendées du dispositif expérimental ; filtres colorés………………….…p.42

Figure 12 : photographie des différents filtres utilisés au cours des expérimentations…………...p.43

Figure 13 : photographie du filtre à densité neutre permettant la variation des lux mesurés….p.44

Figure 14 : Photographie de la molette de réglage du filtre gris et du luxmètre utilisé pendant les expérimentations……………………………………………………………………………..…………………………………..p.44

Figure 15 : Matériel mis gracieusement à notre disposition au laboratoire de physique de Montrouge pour visualiser sur ordinateur les spectres …………………… ………………………………….p.45

Figure 16 : courbe de mortalité représentant le nombre d’acariens vivant en fonction du temps.

...... p.46

Figure17 : courbe de mortalité représentant le nombre d’acariens vivant en fonction du temps ainsi que les droites de régression associées……………………………………………………………...………..….p.47

Figure 18: courbe de mortalité représentant le nombre d’acariens vivant en fonction du temps ainsi que les droites de régression associées……….…………………………………………………………….….p.49

Figure 19 : histogramme représentant le pourcentage d’acariens cachés au bout de 30min d’exposition à différentes longueurs d’ondes….……………………………………………………………….. p.50

Figure 20 : Histogramme représentant l’intensité lumineuse mesurée en Lux pour chaque filtre...... p.51

Figure21 : mise en relation de l’intensité lumineuse et du pourcentage d’acariens cachés ou non pour chaque filtre testé ……………………………………………….………………………………………..…………..p.52

Figure22 : graphique de synthèse représentant le pourcentage d’acariens cachés suivant les longueurs d’ondes (couleurs) auxquelles on les a exposés à 100 et 30 Lux.….. ……………………….p.55

Figure 23 : spectre obtenu par spectrométrie usb de l’ampoule blanche ……………………….………p.58

Figure24 : spectre obtenu par spectrométrie usb avec la couleur rouge de la lampe ....…………..p.59

Figure25 : spectre obtenu par spectrométrie usb en utilisant la couleur verte de la lampe …….p.60

Figure 26 : spectre obtenu par spectrométrie usb en utilisant la couleur bleu de la lampe ….….p.61 8

Figure 27 : spectre obtenu par spectrométrie usb en utilisant la couleur bleu claire(ou cyan) de la lampe ……………………………………………………………………………………………………………..………………p.62

Figure 28 : Spectre obtenue avec le filtre bleu ……………………………………………………………………p.63

Figure 29 : Spectre obtenue avec le filtre R72……………………………………………………………………p.64

TableauI : récapitulatif des résultats de l’expérience de D.L.Entrekin et J.H.Oliver, 1988 montrant les différentes agrégations selon différents stades d’acariens ……………………………………………....p.26

TableauII : caractéristiques données par le fabricant des filtres utilisés ………………….……………p.42

TableauIII: caractéristiques des filtres utilisés ……………………………………………………..…………..p.51

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PRÉFACE

Pourquoi s’intéresser à un minuscule acarien quand on soigne des vertébrés ?

Cette question m’a été posée quasiment à chaque fois que je donnais l’intitulé de ma thèse à une personne. C’est pourquoi j’ai décidé d’essayer d’expliquer ici mon choix pour ce sujet et l’intérêt que je porte aux petites bêtes que sont les invertébrés.

Mes études à la faculté de Jussieu (Paris VI) à Paris, pour accéder à l’école vétérinaire, m’ont ouvert d’autres horizons à propos des espèces vivant sur notre planète. Une attention particulière était portée sur l’embranchement des arthropodes et, grand a été mon étonnement, quand j’ai appris que cet embranchement représentait les quatre cinquièmes des espèces vivantes de notre planète.

Autant dire que l’immense intérêt que l’on porte d’ordinaire aux vertébrés m’a paru démesuré par rapport à ce qu’ils représentent sur Terre. C’est en quelque sorte à ce moment que j’ai compris que l’homme était loin d’être le centre de la planète, voire même qu’il ne méritait pas toute l’attention qu’on lui porte quand on voit l’audace, la prétention, et l’inconscience avec lesquelles il s’est approprié la moindre parcelle de terre, d’eau et d’air.

Incapable de vivre dans le partage et l’harmonie avec sa propre espèce et encore moins avec les autres, l’homme et ses capacités de développement et d’adaptation ne m’est pas apparu plus digne d’attention que le ver de terre capable de se déplacer sous terre alors qu’il est tout mou, que les abeilles qui construisent des alvéoles parfaitement hexagonales sans équerres ni rapporteurs, que les termites qui, de leurs quelques millimètres de haut, construisent des termitières qui s’élèvent à plus de huit mètres au-dessus du sol , ni que les limules, espèces aquatiques qui perdurent depuis 350 millions d’années et dont le sang est bleu, sans parler des larves de plathelminthes telles que celles de Dicrocoelium lanceolatum capables de se faire manger par une fourmi puis d’aller migrer jusque dans son ganglion cérébral afin que la fourmi reste immobilisée en haut d’un brin d’herbe en attendant qu’un mouton la mange, mouton au sein duquel la larve pourra se transformer en adulte.

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La diversité biologique, tant d’un point de vue physique et physiologique qu’en termes d’adaptation environnementale, en ce qui concerne l’embranchement des arthropodes est vertigineuse. Ils ont colonisés l’air, le sol et le sous-sol ainsi que les profondeurs marines, les plages, les lacs et les rivières et autres cours d’eau sans parler des pôles aux températures glacées ou des déserts torrides. Ils sont même allés jusqu’à coloniser les autres espèces en les parasitant. Le parasitisme est un phénomène absolument incroyable par lequel le parasite arrive à trouver un équilibre avec l’organisme de son hôte qu’il maintient en vie tout en le spoliant assez pour pouvoir vivre et se développer.

C’est donc en découvrant l’embranchement des arthropodes que commence ma rencontre avec les parasites.

Cette rencontre va se poursuivre avec ceux plus particulièrement étudiés lors de mes études à l’Ecole Nationale Vétérinaire de Lyon, notamment les vers ronds ou plats (nématodes ou plathelminthes) qui me feront grande impression, je citerais par exemple le Taenia saginata qui est parasite de l’homme : ces larves se développent dans le porc, mais son hôte définitif n’est ni plus ni moins que vous et moi : l’homme ; preuve à mes yeux, de l’immense faculté d’adaptation de ces animaux. Qu’il s’agisse de parasites dont l’hôte définitif est l’homme ou bien un autre mammifère, je vous citerais encore quelques exemples qui méritent que l’on s’y arrête et laissent rêveur : le morpion qui ne vit que dans les poils pubien…de l’homme ! Les puces contre lesquelles on lutte sans arrêt depuis des décennies ! Le varron dont les œufs pondus sur les poils du bovin ont besoin d’être ingurgités puis d’effectuer une migration dans tout le corps de l’animal puis de ressortir par la peau du dos pour devenir adulte et poursuivre leurs cycles.

Bien d’autres parasites encore seraient dignes d’attirer votre attention et mériteraient d’être relatés ici parmi lesquels se trouve Dermanyssus gallinae ou poux rouge des volailles (Red mite chiken).

C’est un petit acarien qui passe assez inaperçu dans les cours de parasitologie car il concerne les oiseaux ; qui sont (à tort !) peu étudiés à l’école vétérinaire ; et en particulier les poules. Il est certain que ça n’est pas par passion des poules que l’on se lance dans la filière de vétérinaire. Cependant cet oiseau de basse-cour qui, à l’encontre d’ une espèce « noble » tel que le cheval, ne suscite que peu d’émoi parmi les étudiants vétérinaires, est présent au quotidien, de par ses différents types de productions, chez quasiment tous les habitants de la planète terre, ce qui n’est pas rien ! (qui plus est, ces oiseaux peuvent se montrer particulièrement familiers et attachants si l’on prend le temps de les élever comme tout autre animal de compagnie !).

Voilà où en étaient mes considérations avicoles quand je me posais la question de trouver un sujet de thèse. J’ai par ailleurs toujours eu des oiseaux de compagnie (dont une poule) c’est certainement ce qui m’as fait m’arrêter devant le panneau d’affichage où était proposé par le Dr. Zenner un sujet de thèse sur les techniques de conservation du patrimoine génétique

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d’espèces d’oiseaux en voie de disparition. Malheureusement il fallait pour ce sujet partir six mois à Tours pour effectuer un véritable travail de recherche, ce qui n’était pas possible.

M. Zenner m’a alors expliqué qu’il travaillait entre autre sur Dermanyssus gallinae, et qu’il était possible dans le cadre d’une thèse expérimentale (la bibliographie sur la biologie de ce parasite étant très réduite) d’avancer un peu les recherches sur la biologie de ce parasite, particulièrement coriace, dont les élevages de poules pondeuses n’arrivent pas à se débarrasser et qui est à l’origine de pertes économiques importantes. Trois points de la biologie de ce parasite pouvaient être étudiés à mon niveau : la reproduction, le phénomène d'agrégation, et la sensibilité à la lumière.

J’ai choisi, pour des raisons pratiques (facilité d’expérience, disponibilité de matériel et temps qui me reste en parallèle du cursus vétérinaire), de m’intéresser aux deux derniers points par l’intermédiaire de deux expériences qui seront l’objet de cette thèse.

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I. Partie bibliographique : généralités sur Dermanyssus Gallinae

1) Eléments de biologie du Dermanyssus gallinae

a)Classification

Les espèces du genre Dermanyssus appartiennent à l’embranchement des protostomiens (la bouche se forme en même temps que l’anus). Elles font également parties du groupe des chélicérates distinct de celui des antennates, qui comporte entre autre les insectes hexapodes (puces, poux, cloportes…). Les caractères distinctifs du groupe des chélicérates sont les suivants : 4 paires de pattes chez l’adulte qui sont articulées (3 chez la larve), une paire de chélicères et un céphalothorax. On note également l’absence d’antennes et de mandibules (que l’on retrouve sous différentes forme dans le groupe des antennates).

En continuant d’aller plus en avant dans la classification on voit que Dermanissus gallinae appartient à la classe des arachnides dont les individus possèdent un céphalothorax (tête et thorax soudé). Mais, et c’est ce qui fait son appartenance à la sous classe des acariens, il possède un céphalothorax (ou prosome) fusionné avec l’abdomen (ou opistosome) ce que l’on ne retrouve pas chez les araignées où l’abdomen reste bien distinct du thorax. Il appartient encore au sous ordre des mésostigmates qui se distingue par la présence d’une paire de stigmate entre la deuxième et la troisième paire de patte. Et enfin à la famille des Dermanyssidés. En 1966 la famille des Dermanyssidés contenanit plus de 15 sous famille, elle fut réduite par Radovski à deux genre : Dermanyssus et Lyponnissoides. Les Dermanyssus sont des acariens hématophages dont le tube digestif et l’opistosome se dilatent nettement lors de la prise de repas sanguin, dont les chélicères sont modifiés par adaptation à l’hématophagie, dont la texture des cornicules (petites excroissances longitudinales au niveau de l’opisthosome) est souple et dont les mâles possèdent une pointe sur le tarse III et IV de leur pattes (L. Roy 2009).

En 1978 Moss décrit deux sous genres parmi la famille des Dermanyssidés (Dermanyssus et Microdermanyssus), le sous genre Dermanyssus étant divisé en deux espèce : gallinae et hirsutus.

Les classifications phyllogénétiques actuelles reposent sur la théorie du cladisme élaborée par Will Henning dans les années 50. C’est une méthode de classification qui cherche à préciser les liens de parenté entre deux espèces et la date à laquelle elles se sont séparées à partir d’un 13

ancêtre hypothétique commun. Ces classifications pouvaient alors présenter des erreurs. On a en effet grâce à l’apparition des outils moléculaires du génie génétique pu mettre en évidence des gènes ou groupe de séquence d’ADN commun à différentes espèces qui, par leur mode de vie ne les exprimaient pas du tout ou pas de la même manière, ainsi des espèces que l’on croyait très différentes se sont vue rapprochées. On parle de phylogénie moléculaire.

Ainsi au sein du genre Dermanyssus il existe de très nombreuses espèces différentes et la classification loin d’être immuable est complexe et toujours remise en question notamment grâce à la phylogénie moléculaire. Par exemple dans les années 2008-2009 deux nouvelles espèces de Dermanyssus sont découvertes : L’américain W. Knee a décrit D. diphyes en 2008 et L. Roy met en évidence l’existence de D. apodsi (première publication dans sa thèse de 2009).

La figure présentée ci-dessous est une portion d’un arbre phyllogénétique : c’est-à-dire un diagramme arborescent représentant pour chaque taxons quel est l’autre taxon avec lequel il partage l’ancêtre le plus récent. Cela permet de situer visuellement la place des acariens et de Dermanyssus gallinae dans le règne animal :

Figure a : représentation d’une partie de classification phyllogénétique du vivant pour localiser l’embranchement auquel appartient le D. gallinae.

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b) Biologie :

Dermanyssus gallinae est un ectoparasite hématophage cosmopolite nidicole décrit pour la première fois en 1833 (Roy, 2009).

 Morphologie -Aspect général :

Figure b : Schématisation d’un Dermanyssus gallinae à partir d’une photographie prise au microscope optique (x100).

La taille de ces acariens se situe entre 300 (stade larvaire) et 700 micron quand l’individu est non gorgé de sang et peut aller jusqu’à un millimètre après un repas sanguin, taille maximale atteinte par les femelles uniquement. L’idiosome est composé d’un rostre court et épais avec de longues chélicères. Il y a sur l’opisthosome quatre paires de pattes articulées en trois parties se terminant par une paire de griffe et une ventouse ce qui lui permet de s’accrocher sur des surfaces microporeuses. Chaque appendice se décompose en partant du corps vers la griffe en

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coxae, fémur, genou, tibia et tarse. Les organes reproducteurs sont situés dans la partie médiane du corps et crânialement au niveau de P1 et P2. La cuticule est transparente et laisse voir les organes digestifs constitués de deux caecaux et d’un diverticule digestif de couleur noir quand il est plein de sang. Les organes excréteurs sont formés extérieurement par la présence de des plaques anales situées dans la partie postérieure du corps. En partie dorsale on trouve une unique plaque ou écusson de chitine alors qu’il y en a plusieurs en partie ventrale.

-Différentiation mâle/femelle : A l’œil nu et/ou à la loupe binoculaire : Une différentiation à l’œil nu n’est possible qu’entre les femelles gorgées d’une part et les autres stades d’autre part. La femelle gorgée est en effet plus grande en taille (jusqu’ à un millimètre) que les mâles et les protonymphes gorgées. Il est à noter que la différence entre une deutéronymphe gorgée et une jeune adulte semble très hasardeuse à l’œil nu. Les larves sont trop petites (inférieur à 0.5 millimètres) pour être différentiées facilement à l’œil nu, on peut cependant en distinguer si elles forment un gros amas appelé agrégat. Au microscope : La différence peut aisément se faire entre les mâles et les femelles ainsi qu’entre les femelles aux différents stades, du moment que l’on s’est habitué à reconnaître les différents attributs morphologiques de chaque type d’individus. Il faut cependant que les acariens soient morts et fixés entre lames et lamelles pour observer ces détails morphologiques. Ainsi on peut supposer que Oliver et Entrekin se base uniquement sur la taille des individus observés quand ils différentient les mâles des femelles au cours de leurs expérience, en effet seules les femelles gorgées peuvent atteindre cette taille de un millimètre.

-Les femelles présentent un rabat appelé rabat de l’ovipore en position rostrale par où sont pondus les œufs, c’est la partie apparente de l’appareil reproducteur femelle. Elles possèdent également une plaque anale fermée, par où sont évacués les déchets organiques dus à l’alimentation. Les photos suivantes illustres ces deux appareils.

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Figure b1 : photographie prise au microscope optique (x100) de l’appareil reproducteur externe d’un Dermanyssus gallinae femelle.

² Figure b2 : photographie prise au microscope optique (x100) de la plaque anale d’un Dermanyssus gallinae femelle.

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Enfin la plaque dorsale de chitine chez les femelles est de forme trapézoïdale.

-Les mâles présentent, comme organe reproducteur, un orifice spermatique à la place du rabat de l’ovipore, et une plaque anale ouverte comme le montre les photos suivantes:

Figure b3 : photographie prise au microscope optique (x100) de l’organe reproducteur d’un Dermanyssus gallinae mâle.

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Figure b4 : photographie prise au microscope optique (x100) de la plaque anale d’un Dermanyssus gallinae mâle.

-Différences morphologiques entre les divers stades : Une protonymphe sera plus petite qu’une adulte et présentera un péritrème (voir photographie ci-dessous) court et fin. Une deutéronymphe présentera un péritrème beaucoup plus long mais toujours fin. Un adulte, mâle ou femelle, présentera un péritrème long et épais :

Figure b5 : photographie prise au microscope optique (x100) du peritrème d’un Dermanyssus gallinae adulte.

Le péritrème est également un caractère morphologique qui sert à différencier différentes espèce au sein du genre Dermanyssus (L. Roy, septembre 2009).

 Cycle évolutif : Une fois la copulation effectuée il y a émission par le rabat de l’ovipore d’environ 9 œufs blancs (H. Nordenfors, 2000) presque translucides et brillants. Une fois l’œuf pondu il éclot sous deux jours et la larve se métamorphose en une protonymphe en 24 heures (H. Nordenfors, 2000). Entre chaque stade l’acarien mue, cette mue est alors appelée une exuvie.

Nous résumerons les principales étapes du cycle à l’aide du schéma suivant :

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Figure c : schématisation du cycle de vie du D.Gallinae, photographies prise dans un élevage de poules pondeuses de la région Rhones-Alpes.

La durée du cycle varie en fonction de la température et de l’hygrométrie, il peut prendre ainsi 7 jours dans les conditions optimales. Il a aussi été montré (Mauer V. et J.Baumgatne, 1992) que les femelles Dermanyssus pouvaient pondre à 5°c, les œufs ne se développent pas à cette température mais sont néanmoins viables. En revanche des œufs pondus à 45°c ne sont pas viables. De la même manière les expériences menées par H. Nordenfors et al, en 1999, ont montré que les femelles étaient significativement plus prolifiques à des hygrométries de 70% qu’à des hygrométries de 45%(les œufs éclosent en plus grands nombres et les métamorphoses sont plus rapides).Une femelle pond entre 9 et 30 œufs, ce chiffre décroit fortement après le 5ème repas. Le faible nombre d’œuf pondu est compensé par la rapidité d’évolution du cycle, ainsi une infestation lorsqu’elle se produit est généralement massive.

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 Nutrition : Les Dermanyssus gallinae sont des acariens hématophages. Le repas de sang est prélevé en quelques minutes maximum sur l’hôte. Les hôtes sont principalement des oiseaux, mais ce parasite est opportuniste et piquera volontiers n’importe quel autre vertébré à sang chaud présent dans son entourage. Le repas sanguin est indispensable pour passer d’un stade à l’autre et pour la fonction de reproduction. En effet seule une femelle gorgée de sang peut pondre. Le premier repas à lieu 24 heures après l’éclosion dans les conditions optimum, c’est-à-dire au stade de protonymphe. Une foi celui-ci accompli, la protonymphe produira sa première exuvie pour donner une deutéronymphe. Une des particularités de cet acarien, qui augmente les difficultés qu’ont les éleveurs à lutter contre ce parasite, est qu’il peut résister entre 6 et 9 mois sans manger, en attendant une occasion propice (L.Roy, 2010). Par ailleurs, à la faveur de ce repas sanguin, le Dermanyssus gallinae peut transmettre différentes maladies, c’est en effet est un vecteur de maladies bactériennes ou virales telle que par exemple la salmonellose ou l’encéphalite virale équine : le westnile (Howitt et al, 1948).

 Habitat : Ils logent dans toutes les fissures, recoins, anfractuosités des poulaillers où il fait relativement sombre et chaud. La photo suivante est un exemple d’anfractuosité classique où se réfugient volontiers les Dermanyssus gallinae : entre la barrière qui fait office de perchoir horizontal et son support rectangulaire vertical éclairé par la lampe sur la photographie ci -dessous.

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Figure d : photographie prise lors d’une récolte de Dermanyssus gallinae dans un élevage de poules pondeuses de la région Rhône alpes.

 Reproduction : Les données sur cette fonction biologique ne sont pour ainsi dire pas ou très peu étendues. Des études, effectuées au laboratoire de parasitologie de l’Ecole Nationale Vétérinaire de Lyon, portant sur le symbiotisme entre une bactérie et Dermanyssus gallinae tendent à montrer que le sexe ratio des acariens retrouvés dans les élevages de poules pondeuses est en parti déterminé par le portage de cette bactérie. De même, il a été montré que ces acariens sont sensibles à l’irradiation par les rayons gamma. Une fois irradiée la ponte et le sexratio de la première génération sont modifiés (diminution du nombre d’œuf pondue et augmentation de la proportion de mâle par rapport au femelles). Cella est due en partie au fait que les D.gallinae ont des chromosomes monocentriques plus sensibles aux radiations que les eucaryotes à chromosomes holocentriques (D.L.Entrekin, et al, Juin 1987). Mais la manière dont s’effectue en lui-même l’acte de reproduction n’a pas été clairement élucidé pour le moment. On note cependant que les mâles, plus petits que les femelles, montent dessus à la manière des tiques et que l’accouplement peut avoir lieu sur l’hôte ou en dehors et qu’il dure environ 30 minutes (Hutcheson, Oliver Jr., 1988). Les femelles ne sont pas nécessairement gorgées avant l’accouplement et le mâle peut féconder au moins 4 femelles en 4 jours, de plus les œufs mâles paraissent ne pas être fécondés ce qui ferait de D. gallinae un être para-haploïde. (Hutcheson, Oliver Jr., 1988). Il a également été démontré que les conditions environnementales telles que la quantité d’humidité dans l’air ambiant et la température, influencent la ponte, le développement, et la longévité du D. gallinae. (H.Nordenfors, et al.1999 ; Kirkwood, 1963.). Par ailleurs comme il a été dit précédemment, on observe une ponte maximale à 28°, une température optimale de 30° pour le développement des œufs et de 35°pour celui des larves, de même une hygrométrie de 70-80% est optimale pour la ponte.

c) Conséquences d’une infestation à D. gallinae sur l’hôte

Aux seins des élevages de volailles la présence incontrôlée du parasite provoque des pertes économiques non négligeables puisqu’elles sont estimées à au moins 10% de la production en élevage de poules pondeuses (A.Hamidi et al, 2011). On rencontre des problèmes à différents niveaux :

Les œufs pondus, tachés par les corps des poux gorgés de sang, sont déclassés et perdus pour le producteur comme le montre la photo ci-après :

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Figure d1 : Photographie d’œufs déclassés après collecte dans un élevage.

Comme il a été dit précédemment les individus du genre Dermanyssus sont connus pour être des vecteurs d’agents pathogènes types virus, bactéries (Valiente Moro et al.2005, 2007et 2009) ou protozoaires. Leur présence est une grande source de stress pour les poules qui se démangent en permanance et sont alors perturbées pendant leur sommeil. Cela provoque une baisse des défenses immunitaires et une plus grande sensibilité aux autres infections. Leur mode de nutrition hématophage spolie les poules qui se retrouvent vites anémiées et faibles, ce qui favorise également une baisse de production et participe à un mauvais état général chronique chez les volailles. On note par exemple l’anémie et la raréfaction du plumage provoquées chez cette poule pondeuse par la présence du parasite dans un élevage :

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La crête, les barbillons ainsi que les paupières et la base du bec sont roses pâles.

De nombreuses plumes sont manquantes ce qui laisse voir la base du cou

Figured2 : Poule pondeuse au sol, élevage région Rhône-Alpes.

Durant le siècle dernier de nombreuses études ont été faites pour tester des acaricides efficaces sur cet acarien ( M.C.reynaud, et al ; 1997). De nombreuses molécules se sont, en effet, révélées efficaces (lindane, DDT, organophosphorés…) mais les acariens ont apparemment, en une dizaine d’années, développés des résistances contre ces molécules (Beugnet F,et al,1997). La recherche de moyen de lutte contre ce parasite est donc toujours être maintenue active et en pleine expansion.

2) Le comportement d’agrégation chez Dermanyssus gallinae

Une première étude faite à ce propos est celle de J.H.Oliver et D.L.Entrekin réalisée en 1982. Ils y visent à déterminer les conditions et la fréquence d’apparition du phénomène d’agrégation en faisant varier différents paramètres (sur le parasite ou l’environnement auquel ils le soumettent).

Pour cela ils partent du constat (David et Carmins, 1977) que deux paramètres biologiques principaux interviennent dans ce procédé d’agrégation : la présence ou la production de phéromones et le comportement « thigmokinétique » retrouvés dans la plupart des classes d’acariens. Nous détaillerons par la suite ces deux notions. 24

L’étude de l’influence des phéromones sur le comportement des Dermanyssus gallinae est réalisée en imprégnant de différentes substances (broyats d’individus à différents stades, solution d’homogénat de ces acariens…) des papiers filtres mis dans le fond des boîtes de pétris où sont mis les acariens. Le statut des Dermanyssus gallinae qui évoluent sur les papiers filtres changent également. Ils obtiennent ainsi les résultats suivants : Les agrégats de Dermanyssus pris au hasard se forment entre 40 et 50 minutes. Les femelles gorgées sont les premières à s’agréger. Les protonymphes ou deutonymphes nourries sont au-dessous de la masse de l’agrégat. Les œufs sont au centre. L es mâles ont moins tendance à se joindre à l’agrégat. Et enfin les individus non gorgés ont beaucoup moins tendance à s’agréger, les agrégats sont moins serrés et les Dermanyssus n’entrent pas en contact.

Etude du phénomène de « Thigmokinetisme » : Il s’agit d’un comportement adopté par les acariens qui, lorsqu’ils entrent en contact avec un objet ou un autre acarien, deviennent d’un coup parfaitement immobiles ou « akinetic » ; il faudrait traduire ce mot par « dépourvue de cinétique » en français. Les Dermanyssus gallinae contrairement à d’autres acariens du même genre tel les Dermanyssu prognephilus ne deviennent pas immobiles au contact de grains de sables ou de bouts de verre mais le deviennent au contact de bouts de papier filtres, (Davis et Camin, 1977). Cette différence semble due à la différence de l’espèce hôte et de ses habitudes (espèce nidicole pour D. gallinae et nidifuge pour D. prognephilus). Ce phénomène se manifeste très fortement lorsque les parasites sont placés sous une structure (tel un bout de papier filtre), ce qui laisse suspecter la présence de récepteurs tactiles dorsaux chez cette espèce.

Etudes sur la participation des phéromones dans le phénomène d’agrégation :

Les phéromones sont des molécules produites par un organisme qui sont secrétées ou/et excrétées hors de l’organisme producteur dans le but de permettre une communication entre individus.

Les résultats des expériences correspondantes sont résumés dans le tableau suivant :

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Homogénat HOMO GENA SOLU TION ou solution MALES FMN MIXTEn FVF MALES FMF MIXTEn fvf

FMF ++ + + - - +

MALES - + + + +

FVF + +

Légende : FMN=Femelles Matures et Nourries

FVF= Femelles Vierges Nourries

MIXTEn= Dermanyssus à différents stades, nourries.

+ =s’agrègent

- =ne s’agrègent pas

Tableau I : récapitulatif des résultats de l’expérience de D.L.Entrekin et J.H.Oliver, 1988 montrant les différentes agrégations selon différents stades d’acariens.

On peut tirer les constats suivant du tableau ci-dessus :

Il existe différents types de phéromones qui participent à l’attraction entre les individus et la perception et l’émission de ces dernières varient avec le stade. Les œufs et les nymphes non nourries ne sont par contre pas en capacité d’en émettre. Les phéromones sont volatiles et détectables à distance par les Dermanyssus (séparation de 1mm dans ces expériences entre les acariens avant l’agrégation). Enfin on remarque qu’il existe d’autres substances par lesquelles sont attirés les Dermanyssus gallinae, en particulier le nérodiol et la guanine où ils forment préférentiellement des agrégats.

Depuis ces expériences le phénomène d’agrégation à proprement parlé n’a pas été à nouveau étudié chez le D. gallinae.

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3) Lumière et arthropodes, généralités:

Parmi les animaux non vertébré, c’est au sein de l’embranchement des arthropodes et sur la classe des insectes que le plus d’études ont été menées sur les organes visuels. C’est pourquoi, bien que les acariens et les insectes ne fassent pas partie du même groupe, nous aborderons les organes photorécepteurs des insectes pour mieux comprendre ce qui peut éventuellement se passer chez les chélicérate dont font partis les acariens. Les insectes sont à la fois récepteur de lumière mais également producteur de luminosité. C’est un phénomène couramment retrouvé dans le groupe des scarabées, en particulier chez leurs larves (R. W. Matthews, et al, 2010). Ils peuvent donc la percevoir et émettre un comportement en réaction à la luminosité qu’ils perçoivent. On note cela chez le D. gallinae qui dans le poulailler se cache de la lumière (R.Sokół ,A. Szkamelski, D.Barski, 2008).

La lumière : Perçue naturellement par tout être vivant provient du soleil ou de sa réverbération sur la lune. Cette lumière peut être décomposée suivant un spectre lumineux émettant des longueurs d’ondes lumineuses visibles ou invisibles. Les longueurs d’ondes visibles sont comprises entre 400 et 800 nanomètres (nm) et correspondent aux couleurs de l’arc en ciel visibles par l’œil humain. Les longueurs d’ondes invisibles sont des ultras violets (U.V) quand on est en dessous de 400nm et des infrarouges (IR) quand on est au-dessus de 800nm. Certains êtres vivants voient les U.V ou les IR en plus d’une partie du spectre lumineux visible.

Figure1 : schématisation colorée du spectre lumineux de la lumière blanche.

Cette lumière, lorsqu’elle est perçue, pourra être caractérisée de différentes manières, par sa longueur d’onde, par son intensité et par la surface qu’elle éclaire c’est-à-dire l’éclairement. Ainsi les acariens peuvent être sensibles à une, deux ou trois des caractéristiques de la lumière.

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De plus une dernière composante importante est souvent liée à la présence de lumière, il s’agit de la chaleur dégagée par la source lumineuse qui peut également influencer le comportement des individus qui la reçoivent.

La vision et les yeux : Le terme de vision fait référence à la perception qu’à un individu du milieu extérieur par l’organe de la vue. Cet organe correspond la plus part du temps à un ou des yeux qui sont macroscopiquement identifiable chez de nombreux animaux. Cependant certaines espèces ont une perception du milieu extérieur et modifie leur réaction comportemental suivant ce milieu sans qu’un organe de la vue soit macroscopiquement visible (lombric, acariens, rotifères, axolotls…), il est alors microscopique et on peut néanmoins utiliser les termes d’œil et de vision. Les insectes sont pourvus d’une paire d’yeux composés et peuvent avoir en plus ou seulement un ocelle. Les yeux et leur morphologie (ocelle ou composé) sont utilisés comme caractères systématiques pour établir une classification phyllogénétique dans l’embranchement des arthropodes. (P.Clément, R.Ramousse, 1983).Cependant bon nombres de théories ce sont affrontés au vu des nombreuses exceptions générés par chacune d’entre elles, on constate en effet que de nombreux sujet ont les deux, ou bien la nature évolue au cours de la vie de l’animale (comme chez Ampelisca tenuicornis). Aussi, bien que les acariens fassent partie de la classe des arachnides il ne serait pas prudent d’assimiler leur fonction et organe visuel à celui des araignées, les quelles sont pourvues uniquement d’ocelles.

Les yeux composés sont constitués d’une multitude d’ommatidies juxtaposées. Chaque ommatidie est entourée par un manchon de pigments accessoires et possède en son centre des photorécepteurs qui peuvent fusionner entre eux, on parle de rhabdome (P.Clément, R.Ramousse, 1983). Les yeux simples ou ocelles sont construits de la même manière que ceux des vertébrés et céphalopodes. Il y a des structures externe (appareil dioptrique) que doivent traverser les rayons lumineux avant d’atteindre une couche de cellules photosensibles (rétine) et pigmentaire elle-même reliée à des axones permettent la conduction de l’information visuelle (Nouveau Larousse Encyclopédique, 1998). Chez les arthropodes, dont les insectes, on note cependant des différences telle que : l’absence du centre d’intégration de l’information visuel permettant son traitement avant la production d’une réaction comportementales ; l’absence d’un mécanisme permettant de focaliser sur un objet en fonction de sa distance à l’œil ce qui fait que les arthropodes sont presbytes ; il n’y a également pas de formation d’image sur les yeux composé des insectes (P.Clément, R.Ramousse,1983).

Le mécanisme cellulaire de perception visuel chez les arthropodes est le suivant : Il y a absorption de photons par le pigment visuel (la plus par du temps il s’agit de la rhodopsine dont le spectre d’absorption se situe à 500nm(P.Clément, R.Ramousse,1983)) ce qui 28

enclenche une série de réaction physico-chimique aboutissant à la dépolarisation de la membrane de la cellule photoréceptrice ; cette dépolarisation engendre un flux de cation (Na+ et K+) dans l’espace extracellulaire qui est capté par les cellules gliales (J.A.Coles et al, 1979, 1981).

Exemple d’organes impliqués dans la photoréception chez certains invertébrés :

Bien qu’il n’existe pas d’œil ni d’ocelle macroscopiquement et microscopiquement visible chez le Dermanyssus gallinae, ces phénomènes de perception de la lumière existent aussi chez l’espèce Dermanyssus gallinae. Il y a donc un organe photorécepteur présent chez les acariens lequel est constitué entre autre de pigments de natures diverses tel que les caroténoïdes (Veerman and Helle, 1978) ou la vitamine A (A.Verrman et al. 1983). Cet organe a été mis en évidence chez la tique Ixodes ricinus. Mais les ocelles présents chez tous les arachnides n’ont pas été retrouvés chez Ixodes ricinus, la structure de l’organe visuel chez ixodes étant proche de celle d’un œil composé. Cet organe est localisé sous la cuticule de la tique et est inclus dans l’hypoderme, il est relier a deux neurones sensitifs qui parcourent le côté droit et le côté gauche de la tique (J.L.Perret, et al, 2003). Cette organisation est sans doute celle qui se rapprocherait le plus de celle de l’œil chez D. gallinae. Une autre structure possible de l’œil de D. gallinae d’après des observations sur différents arthropodes serait la suivante. On constate chez de nombreuses larves d’insecte la présence de structures appelées stemmates qui sont petit à petit inclue dans les yeux composée des adultes. Ses stemmates sont l’organe de vision de la plus part des ectoparasites (P.Clément, R.Ramousse, 1983). Leurs structure est proche de celle des yeux composés comme chez Ixodes ricinus, l’organe de vision des acariens pourra de ce fait être considéré comme tel. Ainsi on note la présence de cellules cornéagènes formant la cornéule (cornée), de cellules à pigment absorbant, et de cellules rétinienne formant un rhabdome. Une ébauche de cellules cristallinienne est décrite chez différents arthropodes. (P.Clément, R.Ramousse, 1983). Chez d’autres microorganismes, comme les rotifères qui sont aquatiques et unicellulaire, il n’existe également pas de structure visuelle macroscopiquement ou microscopiquement visible. Ils sont pourvus de récepteurs sensoriels internes de natures variées dont certains sont sans doute des photorécepteurs. On parle de phototaxisme car ils perçoivent les variations lumineuses même sans organe bien définit. Leur tégument est transparent ce qui a permis d’étudier facilement les réponses comportementales de ces animaux à différent éclairements monochromatiques, et d’étudier la qualité spectrale des pigments impliqués dans la photoréception chez les rotifères.

Si l’on considère que l’adaptation visuelle est un caractère analogue (comme l’aile du papillon et celle de la chauve-souris), on peut supposer que ce même mécanisme peut avoir lieu chez les acariens dont D. gallinae, ce qui expliquerait la différence de structure de l’œil entre les arachnides et les acariens. Cette remarque permettrait également d’expliquer une différence entre les organes visuels au sein même des acariens, ainsi on peut imaginer que 29

l’organe visuel de D. gallinae s’apparente à celui de la tique ou à celui des rotifères. Une étude morphologique microscopique de coupes fines obtenues au microtome pourrait apporter des données supplémentaires.

Par ailleurs, comme été dit précédemment, la lumière émise dans le visible aux longueurs d’onde des infra-rouges dégage de la chaleur, à laquelle sont sensibles les acariens et d’autres invertébrés (G.Corbière-Tichané, 1981,1971). Cela pose la question de l’existence d’un thermorécepteur en parallèle ou en place et lieu d’un photorécepteur chez les invertébrés dont Dermanyssus gallinae. Ce facteur température sera à considérer tout au long des expériences qui vont suivre.

II. Partie expérimentale INTRODUCTION :

A la lumières des données énoncés ci-dessus nous allons essayer de participer au développement de l’étude de ce phénomène d’agrégation et de comprendre l’effet de la lumière sur le comportement de Dermanyssus gallinae. Afin d’étudier ce phénomène, nous partirons de la constatation que le parasite se réfugie face à la lumière (R.Sokól et al, 2008) dans des anfractuosités et aspérités du poulailler.

Bien souvent ces anfractuosités sont de tailles si réduites qu’elles sont inaccessibles à l’éleveur lors de la phase de nettoyage-désinfection entre deux bandes. De fait, il passe à côté d’un grand nombre d’acariens. Par ailleurs les poules des nouvelles bandes qui arrivent sont également porteuses du D. gallinae. D’autre part la lutte anti-parasitaire dans les élevages de volailles est toujours complexe vis-à-vis de ce parasite qui développe rapidement des résistances importantes aux différents acaricides employés.

Un moyen autre de lutter contre l’acarien serait d’attaquer le parasite en se servant de ses faiblesses biologiques, pour cela il faut d’abord connaître précisément celles-ci et donc l’étudier le plus possible.

Etude du phénomène d’agrégation : Pour étudier le phénomène d’agrégation nous partons du constat établit par Oliver et Entrekin selon lequel il existe différents types de phéromones permettant l’agrégation. La question suivante est posée : S’il existe différents phéromones permettant aux parasites de se regrouper puis de s’agréger, est-ce que ces phéromones permettent une reconnaissance entre individus au sein d’un même groupe ? C’est à dire : est-ce que ces substances sont

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spécifiques et identiques à toutes l’espèce dans le cadre de l’agrégation, ou bien, est ce qu’elles permettent une reconnaissance d’appartenance à un groupe au sein de l’espèce ?

La mise en œuvre d’une expérimentation tendant à répondre à cette question soulève les difficultés suivantes :

-Trouver un moyen de marquage simple et sûr pour différencier les acariens des différentes populations.

-Reconstituer in vitro des agrégats.

Nous commencerons par essayer de trouver un moyen simple et sûr pour marquer les acariens, en effectuant des courbes de mortalité sur des acariens marqués et non marqués.

Etude de l’influence de la lumière sur le comportement de D. gallinae :

La question que l’on se pose est la suivante : serait-il possible de trouver une longueur d’onde du spectre lumineux qui effraie le parasite sans déranger les poules dans leur cycle de ponte et de vie ?

Les oiseaux, espèces hôtes principales de D. gallinae, sont sensibles au rythme circadien pendant la période de reproduction et de ponte. Ainsi il a été montré que l’ovogénèse est maximale entre 10 à 15h après l’allumage des lumières en élevage de poules pondeuses. Par ailleurs il existe différents programmes lumineux suivant que l’on veut des œufs de calibre petit, gros ou moyen (programme « king », décroissant-croissant et intermédiaire). Une des méthodes de lutte physique est d’établir des cycles lumineux très courts pour que les parasites n’aient pas le temps d’une nuit complète pour se nourrir. Le problème est que les poules sont alors perturbées dans leur ponte par ce rythme non optimal d’éclairement journalier. De plus la faible intensité lumineuse dans les poulaillers (nécessaire pour ne pas que les poules s’agressent trop les unes les autres, ou soit effrayées par l’éleveur) favorise la nutrition du D. gallinae sur ces dernières. On tâchera de répondre à la question posée en exposant les acariens à différentes longueurs d’onde à l’aide de filtres colorés et de lumières monochromatiques. Les difficultés expérimentales qui se posent sont les suivantes:

-Vérifier que l’intensité lumineuse reçue par les acariens soit la même quel que soit le filtre utilisé et n’influe pas sur le comportement de l’acarien. On effectuera pour cela une autre expérience visant à établir une relation entre l’intensité de la lumière et le nombre d’acariens qui se cachent.

-S’affranchir de la composante de la chaleur en soumettant les acariens à un éclairage de lampe LED qui sont réputées pour ne pas chauffer.

-S’affranchir des UV diffusés par la source lumineuse.

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1) Matériel et méthode a) Prélèvements dans les élevages et maintien des souches au laboratoire.

A l’arrivé dans l’élevage, il faut se munir des précautions sanitaires demandées par les éleveurs (blouse, masque, gants). On recherche les acariens à l’aide d’une lampe torche dans les fentes, crevasses et autres endroits sombres et étroits où ils se cachent de la lumière. Il faut avancer lentement pour ne pas effrayer les poules qui seraient alors fortement dérangées dans leur cycle de ponte.

Dans notre cas il s’agissait de l’interstice qui se situe entre le perchoir et son portoir ainsi que le montre la photo suivante:

Figure 2 : photographie au moment du prélèvement des acariens dans un élevage de poules pondeuse.

Les poules dans le poulailler au moment de notre prélèvement arrivent en fin de bande et partent 7 jours plus tard à l’abattoir.

Pour récolter le plus d’acariens vivants possible, il faut tomber sur un nid qui se présente comme montré dans les photos suivantes. On y trouve la plupart des stades notamment des femelles gorgées et des œufs :

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Figure 3 : Photographie d’un nid de Dermanyssus gallinae au moment de la récolte dans l’élevage de poules pondeuses (on note la grande quantité de femelles gorgées qui sont rouges vif)

Gros plan du nid présenté ci-dessus (figure3) :

Figure 4 : agrandissement de la figure 4 représentant un nid de Dermanyssus gallinae in situ

On ouvre un pot de type prélèvement (type pot à urine) et, avec un pinceau ou bien une cuillère, on ramène doucement dans le pot ce qui nous semble vivant. Attention à ne pas aller trop vite car on prélève alors plus d’exuvies mortes que d’acariens vivants. On ferme le pot et on le met dans un sac de congélation à fermeture « zip » puis on recommence la manœuvre à différents endroits du poulailler.

Les souches sont ramenées à températures ambiante au laboratoire.

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Emplacement au laboratoire :

On place un bécher de grande taille au milieu d’un bac rempli avec un peu d’eau savonneuse puis on dépose les sacs de congélations contenant les pots à prélèvement au fond du bécher. On peut fermer le bécher avec un film transparent étirable ou un tamis très fin.

On ouvre alors les pots à prélèvements dans les sacs de congélations qui eux, resteront fermés. Les sacs seront ouverts régulièrement pour renouveler l’oxygène, et les bacs régulièrement remplis d’eau savonneuse pour éviter la fuite d’un trop grand nombre d’acariens dans le laboratoire. Il est possible de rajouter du gros scotch noir tout autour du bord des bacs que l’on aura soin de mettre la face adhésive vers l’extérieur. Cela permet de rattraper également un grand nombre d’acariens fugueurs.

Figure 5 :Photographie légendée des récipiants dans lesquels sont maintenus les acariens au laboratoire

La température et hygrométrie de la pièce sont mesurées tous les jours à l’aide d’une station météo électronique, et d’un thermomètre à mémoire.

Nutrition

Les femelles gorgées de sang restent entre trois et quatre semaines en vie puis meurent de faim, la population est alors majoritairement constituée de protonymphes et de quelques

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adultes mâles. Il est donc recommandé d’utiliser les acariens le plus tôt possible après récolte en respectant toutefois une semaine d’acclimatation. b) Manipulation des Dermanyssus gallinae

La petite taille associée à la grande vélocité et au grand nombre d’acariens présents nécessite de prendre des mesures particulières lors de leur manipulation sans quoi on se retrouve vite envahi. L’opérateur devra donc porter une blouse blanche dont il retroussera les manches le plus haut possible. Après chaque manipulation d’acariens il faut se laver les mains et les avant-bras à l’eau savonneuse pour être certain de ne pas en avoir sur soi à la fin de la manipulation. On mettra aussi dès que la manipulation le nécessite une paire de gants jetables non stériles que l’on changera entre chaque manipulation. Des particularités sont inhérentes à la nature du prélèvement que l’on veut effectuer :

Pour la manipulation d’un nombre indéterminé d’acariens :

On se munira de sacs à congélation en plastique de petite taille et à fermeture « zip » et de coton. On ouvre d’abord le sac où l’on veut transférer les acariens puis rapidement le sac qui les contient, on passe la boule de coton sur un endroit où l’on voit des acariens, ceux-ci sont emmêlés dans le coton, on met la boule dans le nouveau sac. L’inconvénient est que l’on ne peut pas étudier la population libre dans le sac car le coton interfère avec le déplacement des acariens. De plus on se retrouve avec de nombreux acariens sur les doigts qu’il faut sacrifier en se lavant les avant-bras et les mains.

Pour la manipulation d’un groupe donné :

On adapte un système de pipette pasteur (pipette pasteur à pointe cotonnées fermée 270mm, VWR internationale S.A.S.) et de cône pour micropipette (VWR international S.A.S.) sur l’embout d’un tuyau en plastique relié à une pompe à vide (KMF neuberger laboport). Pour ce faire on enfonce la partie la plus large de la pipette pasteur dans le cône pour micropipette, cône que l’on enfoncera à son tour dans le tuyau aspirant de la pompe à vide. On aura soin de placer un filtre à très fine maille (tulle transparent) entre le cône pour micro pipette et la pipette pasteur afin que les acariens n’aillent pas dans la pompe à vide. Grâce à ce système on aspire les acariens voulus dans le sac de prélèvement. Puis on sépare le filtre et la pipette pasteur contenant les acariens du reste du dispositif.

On a alors des acariens sur le filtre et dans la pipette. Pour récupérer les acariens on peut alors exercer une pression inverse, avec de l’air, à l’autre bout de la pipette pasteur avec laquelle on a aspiré les acariens pour les faire retomber dans un réceptacle : une boîte de pétri ou un petit sac de congélation.

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Figure6 : Photographie légendée du montage de pipettes permettant d’aspirer un amas d’acariens

Figure 7 :Photographie de la pompe à vide et système d’aspiration relié au tuyau aspirant. 36

Ces techniques ne sont pas sans inconvénient, le principal étant la forte perte d’acariens.

En effet il y a une perte d’individus engendrée automatiquement lors de l’ouverture du sac les contenant. On perd aussi les acariens qui ne rentrent pas dans le système d’aspiration et qui se retrouvent sur les mains de l’expérimentateur. Enfin il y a la perte engendrée quand on veut faire retomber les acariens de la pipette car il en reste toujours sur les bords que l’on doit alors noyer.

Pour limiter cela on préférera mettre directement le système d’aspiration (pipette pasteur et filtre) dans un sac de congélation de petite taille en faisant attention à ce que le côté coupé de la pipette pasteur ne perce pas le sac. Pour récupérer les acariens facilement on place le sac dans le réfrigérateur pendant 24 à maximum 72h car au-delà les acariens meurent desséchés (observation personnelle), ils sont alors endormis et on peut les manipuler aisément.

Pour la manipulation individuelle :

Une mise au réfrigérateur des sacs contenant les acariens permet de ralentir (dès 10 minutes au réfrigérateur) ou de stopper (si on les laisse au moins 1 heures réfrigérés) leur activité et de les manipuler un à un. On peut ainsi en saisir un, grâce à un pinceau fin, humidifié puis essoré, sans que les autres ne s’échappent. Une mise au réfrigérateur à -5°C pendant deux jours permet de les rendre immobiles pendant au moins 10 minutes. Moins on les laisse de temps au froid plus ils se « réveillent » rapidement, une dizaine de minute à -5°C les rend immobiles quelques secondes (observation personnelle).

Une autre méthode plus longue est la suivante : Prendre un micro tube en plastique (Eppendorf) et placer une feuille de papier siliconé (para film 4INx125FT.ROLL) dessus. Sur ce papier ainsi disposé sur le tube, faire une fente à l’aide d’une lame de scalpel de façon à ce que seule la pointe d’un pinceau fin puisse passer. On remonte ses manches (on peut également se mouiller les avant-bras au cas où les acariens s’échappent), on humidifie le pinceau puis on l’essor sur un papier à usage unique. On peut alors prendre un acarien du sac à prélèvement sur le bout du pinceau et l’introduire dans le tube par la fente pratiquée auparavant. Il faut retirer la pointe du pinceau en raclant les bords de la fente pour faire entrer l’acarien dans le tube puis taper d’un coup sec le tube sur la paillasse pour faire tomber l’acarien au fond du tube. Recommencer autant de fois que souhaite la manœuvre.

L’inconvénient est là encore, la perte obligatoire d’acariens, quand on ouvre le sac de prélèvement. Lors de la manipulation des acariens réfrigérés, pour éviter qu’ils ne se réchauffent et donc ne se réveillent trop vite, on les posera sur un pain de glace ainsi que les surfaces destinées à les recevoir. Les sacs de congélation où sont effectués les expériences sont à usage unique et seront jetés après chaque utilisation. Les boîtes de pétri sont à usage unique et seront également jetées après leur utilisation, il en va de même pour le papier siliconé.

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c) Coloration des acariens et reproduction d’agrégats in vitro.

Le problème se pose au vu de la taille de cet arthropode qui est à la limite du visible. Les tremper dans de la peinture risquerait de boucher les trachées (qui sont leurs orifices respiratoires), les marquer comme les abeilles sur le thorax serait un travail beaucoup trop long et fastidieux. Aussi un marquage à l’aide de poudre colorée d’un diamètre assez fin pour ne pas les gêner dans leur déplacement a été envisagé.

Pour ce faire, on introduit dans un sac de congélation de la plus petite taille possible une pointe de spatule de poudre rose (diamètre des grains de poudre inférieur à 5 microns) puis on l’étale sur toute la surface du sac en frottant les deux parois opposées du sac l’une sur l’autre. Attention à ne pas en mettre en trop grande quantité car sinon les acariens se noient dedans.

Figure 8 : Photographie d’un acarien coloré par la poudre.

A L’aide de la pompe à vide on prélève une quantité d’acariens indéterminée que l’on introduit dans les sacs colorés (un en rose et un en jaune dans notre expérience) et dans un sac non coloré. On met les sacs 2 jours au réfrigérateur, à -5°pour faciliter la manipulation des D. gallinae.

On prend 25 boites de pétri que l’on dispose ouvertes sur la paillasse propre puis on découpe 25 petits bouts de papier de silicone (parafilm nd) pour boucher de manière hermétique les boîtes une fois les acariens introduits dedans.

On sort du réfrigérateur les sacs contenant les acariens puis on introduit, à l’aide du pinceau fin mouillé puis essoré sur du papier essuie-tout, 10 acariens par boîtes de pétri. On obtient au final 250 acariens de tout stade et sexe répartis dans 25 boîtes de pétri différentes. On relèvera tous les jours ou tous les deux jours la mortalité de chacune des boîtes. Si un doute survient sur la présence d’un acarien mort, ce qui est possible avec les stades larvaires qui sont à la limite

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du visible et peuvent se confondre avec une poussière ou une cuticule présente dans la boîte, on vérifiera cela à l’aide d’une loupe binoculaire.

Pour reformer des agrégats in vitro on procède de la même manière que précédemment en ce qui concerne le marquage. La température est celle de la pièce, elle varie entre : 20- 25°, un thermomètre est disposé à proximité de l’emplacement du sac. L’humidité est celle de la pièce (20-30%). Ces deux paramètre ne sont pas optimum pour la formation d’agrégat, une température de 27° permanente ainsi qu’une humidité de au moins 70% seraient requise (Entrekin and Oliver, 1982). Dans les conditions optimales les agrégats se forment 45 à 50 minutes après mise en place des Dermanysus gallinae dans les boîtes de pétri. Ces temps seront néanmoins pris comme référence pour une première observation. Puis une observation sera effectuée toute les demi-heures pendant une heure trente. Le temps d’observation totale est alors de 140 minutes.

On récupère à l’aide de la pompe à vide un agrégat formé dans le sac de prélèvement. On le met dans un sac de congélation coloré que l’on place au réfrigérateur. On ouvre une grande boîte de pétri nommée A que l’on place sur une réserve de froid et on découpe un morceau de papier silicone assez grand pour recouvrir la boîte. On introduit alors l’agrégat dispersé lors de sa manipulation avec la pompe à vide, dans la boîte. On refait la même manipulation avec un agrégat que l’on ne colore pas. d) Sensibilité des acariens à la lumière.

Dans cette expérience, on veut introduire un nombre précis d’acariens par boîte de pétri (35X10mm : 100 boites environ). Il est donc préférable de manipuler les acariens à l’aide des micros tubes (Eppendorf) et d’un pinceau (cf. page 25).

On prépare à l’avance une série de caches en carton couvrant la boîte de pétri sur la moitié de sa surface et on scotche (type chatterton) ces caches sur la face pleine de chaque boîte de pétri. Les couvercles des boîtes de pétri ne sont pas étanches, de ce fait, on découpe des morceaux de films siliconés étirables (parafilm nd, fournisseur VWR) à la bonne dimension pour pouvoir recouvrir la totalité de la surface de la boîte de pétri, ce qui permettra de la fermer une fois les acariens introduits.

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Figure 9 : photographie des boîtes de pétri après leur utilisation.

On introduit entre 12 et 20 acariens dans un tube eppendorf grâce à la technique décrite précédemment. On met un tube contenant les acariens au réfrigérateur pendant 10 minutes. Pendant ce temps on place dans le dispositif expérimental (décrit ci-après) le filtre voulu et on allume la lampe du dispositif d’éclairement qui sera également décrit après. Une fois ceci effectué on ouvre sur la réserve de froid la boîte de pétri dans laquelle on veut mettre les acariens. On sort du réfrigérateur le sac contenant le tube eppendorf où sont les acariens. On ouvre le tube, on ôte le papier silicone et en tapant d’un coup sec le tube contre le fond de la boîte de pétri, les acariens en dormance tombent en amas à l’intérieur de la boîte. On prend alors un pinceau que l’on humidifie et sèche sur du papier essuie-tout, et l’on sépare les acariens les uns des autres. Cela permet de les compter, de les disposer à l’endroit où il n’y a pas le cache et de vérifier que tous sont vivants. On ferme alors la boîte avec le parafilm nd. On introduit dans le dispositif lumineux la face recouverte de parafilm contre la table, et la face avec le cache du côté de la source lumineuse.

On compte alors 30 minutes, c’est le temps qu’il faut à la majorité des acariens pour se mettre à l’abri de la lumière du jour et de l’ampoule blanche du dispositif expérimental au laboratoire. Au bout de ce temps on ouvre le dispositif et on compte le nombre d’acariens qui ne sont pas allés sous le cache (=nombre d’acariens non cachés). Connaissant le nombre total d’acariens dans la boîte on en déduit le nombre d’acariens cachés. La température est de 20°+/- 1 °C, l’hygrométrie est de 20%+/-2% tout au long des expérimentations.

On recommence la manipulation autant de fois que voulu.

Le dispositif expérimental comporte une potence dans laquelle passe un fil électrique relié à une ampoule blanche classique : « photocrescenta, 220-230Voltes, 100watt, L Lo » gros culot vissant. On peut monter ou descendre la lampe à sa guise, l’ampoule est cachée par une sphère

40

métallique s’ouvrant d’un côté par un tube également métallique. L’autre partie du dispositif consiste en un assemblage de tuyauterie en plastique (culotte 45MF diamètre 100, tamp reduction 50 même diamètre, tube PVC diamètre 40, Leroy merlin) totalement opaque et présentant en un côté une double entrée ce qui permet d’introduire les boîtes contenant les acariens à une entrée (entrée A) et de soumettre les acariens à la lumière à l’autre entrée (entrée B).

Enfin la troisième partie du dispositif permet de relier l’entrée B au tube métallique de la lampe. Elle est faite d’un tuyau en plastique coupé en deux, dont les deux parties se vissent l’une dans l’autre. L’espace entre ces deux parties de tuyau va permettre l’introduction des filtres colorés dans le dispositif expérimental.

Figure 10 : schématisation du dispositif expérimental lumineux permettant de soumettre les acariens à des longueurs d’ondes choisies .La hauteur de l’ampoule et du cache métallique sont réglables. Un cache en PVC sur la double entrée du tuyau PVC permet de placer la boîte d’acariens et de voir leur positionnement dans la boîte.

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Figure 11 : photographies légendées du dispositif expérimental, emplacement des filtres colorés.

Les filtres utilisés sont de différentes natures, leurs caractéristiques sont présentées dans le tableau ci-dessous :

FILTRES Longueur d’ondes nm diffusées % de lumière laissé passée

Filtre UV/IR CUT 360-700 90

Filtre rouge >580 90

Filtre vert 450-650 60

Filtre bleu 360-500 60

Filtre bleu jour Tout le spectre <30

Filtre IR (2INx2IN N) 650-2250

Filtre UV/VIS CUT R-72* >648 93

Filtre UV >360 95

Lumière blanche du Tout le spectre 100 dispositif

Noir 0 0

42

Tableau 2 : caractéristique données par le fabricant des filtres utilisés

Figure 12 : photographie des différents filtres utilisés au cours des expérimentations.

Pour la seconde partie de cette expérience le même dispositif expérimental est utilisé pour tester la sensibilité des acariens à l’intensité de la lumière blanche (diffusant tout le spectre lumineux). Quelques définitions sont nécessaires à la bonne compréhension de l’expérience : Définition de l’intensité lumineuse : flux lumineux envoyé par une source de lumière dans un angle solide égal à une unité. L’unité choisie sera le Lux.

Définition d’un LUX : unité de mesure d’éclairement lumineux équivalent à l’éclairement d’une surface qui reçoit, de manière uniformément répartie, un flux lumineux de 1 lumène par mètre carré.

On mesure ces intensités grâce à un luxmètre (Lutron LX-103). On fait varier l’intensité lumineuse à l’aide d’un filtre à densité neutre variable présenté ci-après. 43

Figure 13 : photographie du filtre à densité neutre permettant la variation des lux mesurés

Figure 14 : Photographie de la molette de réglage du filtre gris et du luxmètre utilisé pendant les expérimentations.

Pour la troisième partie de cette expérience on enverra directement sur les acariens, toujours dans le même dispositif expérimental, un faisceau lumineux monochromatique correspondant le plus possible aux longueurs d’ondes diffusées par les filtres, grâce à une LED monochromatique avec variateur de couleur et d’intensité intégré. On remplace alors l’ampoule blanche par l’ampoule LED. On peut choisir 3 intensités lumineuses différentes pour chaque couleur choisie. On mesure grâce au luxmètre, comme on l’a fait pour les filtres, les trois intensités lumineuses permises. 44

e) Vérification des spectres lumineux émis au cours des expériences.

Nous avons vérifié les longueurs d’ondes émises par notre matériel au laboratoire de physique pour la préparation à l’agrégation de l’Ecole Normale Supérieur de Montrouge. Pour cela un matériel spécifique est utilisé en plus des filtres, de la lampe monochromatique et de l’ampoule blanche utilisée comme source de lumière le long de nos expériences. Un support et un élévateur pour ampoule gros culot à vis permet de visser l’ampoule blanche et la lampe LED monochromatique, le spectromètre USB (spectromètre USB4000, Ocean optic, ENSP4059) enregistre les longueurs d’ondes émises par son capteur qui sont retransmises par un port USB à un ordinateur, on parle de spectrométrie USB. Sur l’ordinateur le logiciel : Ocean optic Spectrosuite nous permet de visualiser une courbe représentant le spectre de la source lumineuse.

Figure 15 : Matériel mis gracieusement à notre disposition au laboratoire de physique de Montrouge pour visualiser sur ordinateur les spectres émis par le matériel utilisé pendant les expériences de sensibilité à la lumière.

45

2). Résultats a)Mortalité en fonction de la coloration :

On répertorie ces données dans un tableau à double entrée présenté en annexe A. A partir de ces données nous pouvons établir le pourcentage d’acariens vivants pour chaque boîte et dessiner une courbe de mortalité suivant que les acariens sont colorés ou non colorés.

120 100 80 non colorés 60 colorés 40 20 % acariens vivants 0

5e jour 7e jour 9e jour 1er jour. 3e jour. temps

Figure 16 : courbe de mortalité représentant le nombre d’acariens vivant en fonction du temps.

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100

80 non colorés 60 colorés 40

doite de % acariens vivants 20 régrssion(colorés) 0 droite de régresion (non colorés) 2e jour 4e jour 5e jour 6e jour 7e jour 8e jour 9e jour 1er jour. 3e jour. temps

Figure 17 : courbe de mortalité représentant le nombre d’acariens vivant en fonction du temps ainsi que les droites de régression associées.

Analyse statistique :

Il s’agit ici d’un échantillonnage aléatoire simple, les individus sont tiré au sort à partir su sac de prélèvement dont la population tend vers l’infini. Le teste statistique choisit est une enquête exposé/non exposé en vue de voir si l’exposition à la poudre entraine la mort des acariens.

Ce test nécessite tout d’abord de calculer le chi2 de nos effectif pour savoir si la différence de mortalité entre les acariens colorés et non colorés peut être uniquement due au hasard. Ici Chi2=5 ,59, il est donc supérieur à 3,84 qui est le seuil de signification à 5% pour un degré de liberté égale à 1 dans notre cas. On peut donc effectuer notre test statistique avec les acariens exposés à la coloration ou non exposé à la coloration et le nombre d’acariens morts ou vivant à la fin de notre étude:

Mort vivant total colorés 70 (77) 34(27) 104

Non colorés 82(74) 20(28) 102 total 152 54 206

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Nb : chiffres entre parenthèse sont les effectifs théoriques permettant le calcul du chi2 si la différence observée avait été due au hasard.

Calcul de l’incidence puis du risque relatif quant à l’exposition à la poudre :

Icoloré=70/104=0.67 ; Inoncoloré=82/102=0.80 Risque relatif lié à la coloration : RR=Icoloré/Inoncoloré=0.84 Avec Icoloré le taux d’incidence de mortalité dans le groupe exposé et Inon coloré le taux d’incidence de mortalité dans le groupe non exposé à la poudre coloré.

Le risque relatif est voisine de 1 ce qui montre qu’il n’y a pas de différence significative entre l’incidence de la maladie (ici elle est représenté par la mortalité) dans le groupe d’acariens colorés et celle dans le groupe d’acariens non colorés. D’autres par le coefficient directeur de la droite de régression des acariens colorés (ac)est égale à -8.8 ce qui est supérieur au coefficient directeur de la droite de régression des acariens non colorés(anc) qui est égale à -10.25.

b- Expérience de reconstitution des agrégats

On observe dans les boîtes de pétris que les acariens se réveillent au bout de 15minutes. On les observe au bout de 30 minutes, puis de 40 et enfin de 50 minutes. Aucun des agrégats prélevés ne se sont reformés dans les boîtes de pétri.

L’expérience est recommencée avec un fond de papier buvard sur lequel on met un broyat d’acariens, puis de nouveau en plaçant la boîte de pétri à l’obscurité totale mais aucune des conditions ne semble suffisantes à la reformation de l’agrégat.

On observe que si l’on prélève un agrégat par cette même technique mais en le laissant dans un sac de congélation il se reforme dans l’heure qui suit plusieurs petits agrégats dans les angles du sac. Dans ce cas le problème est que l’espace physique peut être à l’origine de la formation des agrégats et non pas la reconnaissance chimique entre les individus. D’où la volonté de pouvoir reproduire le comportement d’agrégation en boîte de pétri. On peut notamment penser que, s’il existe bien des récepteurs dorsaux tactiles (J.H.Oliver, D.L.Entrekin, 1982) ils entrent en jeux quand les acariens se retrouvent coincés entre les deux parois du sac.

Les manipulations préliminaires ce sont révélées infructueuses. Nous ne poursuivrons donc pas cette étude de l’agrégation.

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c-Expérience de sensibilité à la lumière

 Effet de la variation de l’intensité lumineuse

Les intensités lumineuses mesurées en lux avec le luxmètre cité précédemment en mode A pour chaque filtre sont mises en parallèles avec les autres caractéristiques des filtres, ce qui nous permet de choisir des valeurs pour établir la courbe d’intensité lumineuse : 10-30-60-100 et 150 LUX. Les données brutes sont présentées sous forme de tableau en annexe C.

120 100 80 60 40

% acariens cachés 20 0 150 100 60 30 10 LUX

Figure 18 : courbe de mortalité représentant le nombre d’acariens vivant en fonction du temps ainsi que les droites de régression associées.

. Résultats obtenus avec le filtre à densité neutre :

Les acariens sont sensibles aux variations lumineuses (le pourcentage d’acariens cachés décroit en fonction de la décroissance de l’intensité lumineuse donnée, cf. figure16) mesurées par le lux mètre, donc ils sont sensibles à l’éclairement et par déduction à l’intensité lumineuse. 49

En effet, toujours en appliquant le test du chi2 la différence entre les acariens qui se cachent à 150 lux et à 10 lux est significative et n’est pas dû aux simples fluctuations d’échantillonnage (Chi2=28.4>>Chi2théorique=3.84 à 5%). L’expérience à l’aide de la lampe monochromatique a été menée à 33 et 100 lux. Vérifions que le pourcentage d’acarien qui se cache à et 30 lux n’est pas due uniquement aux fluctuations d’échantillonnage : Chi2=9.72>>chi2théorique=3.84.Cela confirme que la différence entre le pourcentage d’acariens qui se cachent à 100lux et 30 lux n’est pas due au hasard et est significative.

 Effet de la variation du spectre lumineux reçu Les données brutes sont présentées dans le tableau en annexe B.

120

100

80

%acariens non cachés 60 %acariens cachés Histogramme 3

40

20

0 UV/IR cut IR R72 rouge vert bleu ciel bleu UV Temoin : Temoins noir lum. Blanche

Figure 19 : histogramme représentant le pourcentage d’acariens cachés au bout de 30min d’exposition à différentes longueurs d’ondes.(Intervalle de confiance calculé à 5%).

Les caractéristiques des filtres présentées dans le tableau ci- après permettent d’effectuer une courbe d’intensité lumineuse pour les différents filtres utilisés dans l’expérience ci-dessus :

50

FILTRES LUX mesurés dans le Longueur d’ondes nm % de lumière laissé dispositif diffusées passée expérimental

Filtre UV/IR cut 185 360-700 90

Filtre rouge 30 >580 90

Filtre vert 78 450-650 60

filtre bleu 16 360-500 60

filtre bleu jour 65 Tout le spectre <30

Filtre IR 8 650-2250

Filtre R72 1 >648 93

Filtre UV 177 >360 95

Lumière blanche du 195 Tout le spectre 100 dispositif

Noir 0 0 0

Tableau III : caractéristiques des filtres utilisés

200 IR 180 160 R72 140 rouge 120 100 vert LUX 80 60 bleu ciel 40 bleu 20 0 UV Filtres

Figure 20 : Histogramme représentant l’intensité lumineuse mesurée en Lux pour chaque filtre. 51

On note que l’intensité mesurée est maximale pour les filtres de couleur verte et bleue ainsi que pour le filtre UV. On rassemble alors sur un même diagramme les données ayant permis d’effectuer la courbe d’intensité lumineuse selon les filtres et le pourcentage d’acariens cachés.

250

200

150

100

50

0

R72(>648) UV(>360) IR (650-2250) rouge(>580) Temoin : noir vert(450-650) bleu ciel (tout) bleu(360-500)

Temoins lum. Blanche %acariens cachés Lux

Figure 21 : mise en relation de l’intensité lumineuse et du pourcentage d’acariens cachés ou non pour chaque filtre testé, les longueurs d’ondes sont rappelées entre parenthèse en nanomètre pour chaque filtre.(IC calculé à 5%).

Analyse statistique des résultats obtenus avec les filtres :

Il s’agit ici d’une démarche quantitative, il nous est donc possible de calculer pour chaque valeur obtenue du pourcentage d’acariens cachés l’intervalle de confiance. En effet les résultats obtenus sur chaque échantillonnage sont accompagnés d’une marge d’incertitude liée aux fluctuations d’échantillonnage. On peut donc calculer ou lire dans des tables l’intervalle de confiance (IC) au sein duquel se trouve la vrai valeur avec une probabilité de 95% (soit 5% de risque d’erreur) pour un IC de deux écarts-type de chaque côté de la moyenne (résultat en anexe).

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Sans tenir compte de l’intensité lumineuse, à première vu les acariens ont tendance à se protéger des longueurs d’ondes émises par les filtres de couleur verte, bleu ciel et bleu plus que des autres. Ces longueurs d’ondes sont celles qui correspondent au spectre lumineux visible inclut dans celui de la lumière blanche. Les acariens sont donc sensibles aux longueurs d’ondes visibles. Dans le détail on note une sensibilité particulière des acariens aux couleurs bleu ciel et verte. Ces couleurs correspondent également au filtre qui ne laisse pas passer un fort pourcentage de lumière mais qui ont un spectre large par rapport aux autres filtres.

Nous effectuerons nos vérifications des observations faites sur les graphiques par des tests statistiques du Chi2 en posant les hypothèses suivantes :

 Ho : la différence d’acariens qui se cachent quand on les expose à la couleur x ou à la couleur y n’est pas significative, elle pourrait être due au hasard.

 H1 : La différence de répartition des acariens est significative et n’est pas due au hasard.

Les conditions d’application du test du chi2 sont ici remplies : les effectifs sont supérieurs à 5 et les individus les composants sont statistiquement indépendants.

 Si l’on vérifie cela par un test du Chi2 avec un degré de liberté égale à 1 et une probabilité p=5%, pour le filtre vert et bleu on obtient chi2=2.763, ce qui est inférieur à un chi2théorique=3.841, donc la différence d’acariens qui se cache en présence du filtre vert ou du filtre bleu ciel n’est pas significative.

 Vérifions par le même test qu’il existe une différence significative entre le filtre rouge et le filtre vert. On obtient un Chi2=8.854 très supérieur à 3.841(valeur théorique), il y a donc bien une différence significative entre le pourcentage d’acariens cachés sous le filtre rouge ou sous le filtre vert.

 On effectue le même test avec le filtre bleu, on obtient un Chi2=2.867, qui est inférieur au Chi2théorque(3.841), la différence de pourcentage d’acariens qui se cachent sous le filtre vert et sous le filtre bleu n’est donc pas significative.

 Le diagramme (figure17) permet de supposer qu’il n’y a pas de différence entre les acariens exposés au filtre rouge et au filtre IR. Si on effectue un test du Chi2 on a, en fait, une différence très significative (Chi2=11.4>>>Chi2théorique à 3.841). Les acariens sentent une différence entre le filtre rouge et le filtre IR et se cachent pour des longueurs d’ondes comprises entre 580 et 650 nm.

 De même vérifions si le spectre des filtres Rouge et R72 influent significativement sur les mouvements des acariens. Chi2=0, or

53

chi2théorique=3.84. Donc l’écart observé dans les proportions d’acariens qui se cache sous les filtres rouge ou R72 n’est pas significatif.

Le papier siliconé absorbe les UV en partie, on vérifie donc par un test du chi2 l’utilité du filtre U.V :

• La différence entre le nombre d’acariens cachés sous la lumière blanche et sous le filtre U.V. est- elle significative?

On trouve chi2=8.3796 contre le chi2 théorique à 3.841 la différence est donc significative. Cela montre que le papier siliconé n’absorbe pas la totalité des U.V et que les U.V. sont perçus par les acariens qui s’en cachent sous réserve que la différence d’intensité lumineuse perçue par les acariens sous lumière blanche ou sous les UV n’influence pas leur comportement.

Les acariens sont donc sensibles aux longueurs d’ondes visibles par l’œil humain et ils sont de moins en moins sensibles lorsque les longueurs d’ondes se rapprochent des Infra Rouges (IR).

Pour tenir compte de l’intensité lumineuse, on supposera qu’il n’y a pas d’influence seule de l’intensité lumineuse d’une part et de la longueur d’onde d’autre part sur le comportement des acariens. Pour démontrer cela il faudrait superposer le filtre à densité neutre aux filtres colorés afin d’obtenir la même intensité lumineuse pour chacun des filtres. Par manque de temps cela n’a pas été fait. En revanche cela a été fait avec la lampe LED monochromatique. Par ailleurs, la lumière diffusée par l’ampoule blanche utilisée émet également une quantité non négligeable de chaleur qui a pu être à l’origine du comportement des acariens. On s’affranchit également de ce problème dans l’expérience suivante grâce à l’ampoule LED qui ne chauffe pas.

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 Effet du spectre émit par la lampe monochromatique

100 90 80 70 Rouge 60 Vert 50 Bleu ciel 40 Bleu 30 Lumi.Blanche % acariens cachés 20 10 0 30 lux 100lux

Figure 22 : graphique de synthèse représentant le pourcentage d’acariens cachés suivant les longueurs d’ondes (couleurs) auxquelles on les a exposés à 100 et 30 Lux.

. Résultats obtenus avec la lampe monochromatique :

En analysant la courbe de la figure 17 on note que les acariens se cachent globalement moins sous une intensité lumineuse de 30 lux que de 100 lux. On note qu’ils apparaissent comme plus sensibles aux longueurs d’ondes diffusées par les couleurs verte, bleu et bleu ciel que par le rouge. On note également une différence de pente de la courbe verte par rapport aux autres couleurs ce qui suggère une plus grande sensibilité des acariens aux longueurs d’ondes diffusées par le vert que par les autres couleurs.

55

On vérifie cela grâce à un test du chi2 (ddl=1, p=5%, conditions d’application du test respecté, car les effectifs sont tous supérieurs à 5) effectué sur les différentes couleurs aux différentes longueurs d’ondes.

• Pour la couleur verte :

-A 100 lux, le pourcentage d’acariens qui se cachent sous la lumière verte ou bien sous la lumière blanche n’est pas significative (Chi2=3.335, chi2<3.841) : la longueur d’onde correspondant à la couleur verte n’influe pas sur le comportement des acariens, la variation est due à la fluctuation d’échantillonnage.

On compare également la lumière verte et bleu ciel (Chi2=0.128), la lumière verte et bleu (Chi2=0.024) et la lumière verte et rouge (Chi2=1.63).La différence visible à 100 Lux sur le graphique entre la couleur verte et les autres est due aux fluctuations d’échantillonnages.

A 30 lux, on a pour la lumière blanche Chi2=0.011<3.841, là encore la différence n’est pas significative, la longueur d’onde verte n’influe pas sur le comportement des acariens. Pour la lumière bleu cyan Chi2=5.2, Pour la lumière bleu Chi2=6.72 et pour la lumière rouge Chi2=14.54. La différence observée entre la réaction des acariens sous la lumière verte et sous les lumières d’autres couler est significative et n’est pas due au hasard(ou fluctuations d’échantillonnages.

-Il n’y a pas de différence significative sur le pourcentage d’acariens cachés quand on les met sous la lumière verte à 100 ou 33 Lux. (Chi2=0.201) à 5%. Cependant la différence devint significative si l’on prend p=10%.

• Pour la couleur bleu

-A 100 lux, le pourcentage d’acariens qui se cachent sous la lumière bleu ou bien sous la lumière blanche est significativement différent (Chi2=5.14, chi2<3.841) : la longueur d’onde correspondante au bleu influe sur le comportement des acariens.

-A 30 lux, on a Chi2=5.11<3.841, il y a une différence significative entre le pourcentage d’acariens cachés sous la lumière blanche ou sous la lumière bleue. La longueur d’onde correspondant au bleu influe sur le comportement des acariens.

-Il y a une différence significative sur le pourcentage d’acariens cachés quand on les met sous la lumière bleue à 100 ou 33 Lux. (Chi2=4.968). L’intensité lumineuse influe également sur le comportement des acariens.

• Pour la couleur bleu ciel :

-A 100 lux, le pourcentage d’acariens qui se cachent sous la lumière bleu ciel ou bien sous la lumière blanche est significativement différent (Chi2=5.16, chi2>3.841) : la longueur d’onde correspondante influe sur le comportement des acariens.

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-A 30 lux, on a Chi2=4.43>3.841, là encore, cela confirme que la longueur d’onde correspondant à la couleur bleu ciel influe sur le comportement des acariens.

-Sous la lumière bleue ciel à 30 et 100 Lux la différence entre le pourcentage d’acariens cachés est significative. (Chi2=4.19) L’intensité lumineuse influe sur le comportement des acariens.

• Pour la couleur rouge :

-A 100 lux, le pourcentage d’acariens qui se cachent sous la lumière rouge ou bien sous la lumière blanche est significative (Chi2=10.7, chi2>3.841) : la longueur d’onde correspondante influe sur le comportement des acariens.

-A 30 lux, on a Chi2=10.8>3.841, là encore, on montre que la longueur d’onde correspondant à la couleur rouge influe sur le comportement des acariens.

-Sous la lumière rouge à 100 et 30 lux il y a aussi une différence significative du nombre d’acarien qui se cachent (Chi2=6.16>3.841). L’intensité lumineuse influe sur le comportement des acariens.

On a donc bien une influence de la longueur d’onde d’une part et de l’intensité lumineuse d’autre part sur le comportement des acariens. De plus on confirme la sensibilité des acariens aux longueurs d’ondes du spectre visible.

d-Vérification des spectres lumineux émis par le matériel.

Cette vérification a été effectuée au laboratoire de physique pour la préparation à l’agrégation de l’Ecole Normale Supérieur de Montrouge.

Spectre de l’ampoule blanche utilisée avec les filtres :

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Figure 23 : spectre obtenu par spectrométrie usb de l’ampoule blanche utilisée comme source de lumière dans l’expérience avec les filtres. Tout le spectre du visible est émis ainsi qu’un peu d’IR et d’UV à moindre intensité.

Vérification des spectres émis par l’ampoule monochromatique (castorama) :

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Figure 24 : spectre obtenu par spectrométrie usb avec la couleur rouge de la lampe monochromatique à 100 lux. Longueur d’onde : 620-650.

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Figure 25 : spectre obtenu par spectrométrie usb en utilisant la couleur verte de la lampe monochromatique à 100 lux. Longueur d’onde : 495-570 nm.

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Figure 26 : spectre obtenu par spectrométrie usb en utilisant la couleur bleu de la lampe monochromatique à 100lux. Longueur d’onde : 440-490nm.

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Figure 27 : spectre obtenu par spectrométrie usb en utilisant la couleur bleu claire(ou cyan) de la lampe monochromatique, on obtient deux pics. Longueur d’onde du premier pic : 452-477nm, longueur d’onde du deuxième pic : 510-534 nm.

Les spectres obtenus à 30 lux sont exactement les mêmes, seule l’intensité mesurée des spectres diminue.

Les spectres obtenus avec les filtres correspondent à ceux annoncés par le fabricant sauf pour les suivants :

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Figue 28 : Spectre obtenue avec le filtre bleu qui laisse passer les longueurs d’onde de 360 à 500 nanomètre mais qui laisse également passer les infra rouges.

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Figure 29 : Spectre obtenu avec le filtre bleu on remarque qu’il laisse passer les longueurs d’onde au-dessus de 700nm et non pas 648nm.

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3) Discutions et interprétation des résultats a-Expérience de mortalité

 Coloration des acariens

On constate visuellement sur le graphique que les acariens colorés meurent plus rapidement que les non colorés ce qui est confirmé par la comparaison des coefficients directeurs des droites de régressions obtenues à partir des courbes obtenues : Ac>Anc. Les acariens colorés meurent effectivement plus rapidement que les non colorés. En revanche les statistiques effectués montre qu’il n’y a pas de différence significative flagrante sur la mortalité des acariens coloré et non colorés. Cela permet donc d’utiliser cette technique de marquage pour deux populations différentes d’acariens si l’on veut les différencier.

Cependant on peut se demander si la texture de la poudre collée à son corps n’influence pas sur leur comportement et leurs mode de communication les uns avec les autres (interaction avec les phéromones émises, impossibilité de thigmokinesis, déplacements gênés…).

 Phénomène d’agrégation :

On peut se demander si les acariens récoltés sont liés génétiquement d’un bout à l’autre de l’élevage, sachant que le moyen le plus rapide pour une bête de si petite taille de parcourir un poulailler de 30 mètres de long est de le faire à dos de poule et qu’ils ne montent sur elles que pour se nourrir pendant quelques secondes et que, qui plus ai, D. gallinae est une espèce nidicole.

Par ailleurs le degré d’hygrométrie de la salle était bien inférieur à celui recommandée (70 à 80%) pour la formation d’agrégat ce qui peut en partie expliquer les échecs de cette expérience.

En revanche on constate que les agrégats se formaient facilement dans les sacs de congélation, entre les deux parois ce qui a également été observé par L .Roy dans sa thèse de 2009. Cela va dans le sens de l’existence de récepteurs tactiles dorsaux chez Dermanyssus gallinae, comme l’avaient supposés Oliver et Entrekin en 1982.

b- Expérience de sensibilité à la lumière

Tout au long de nos expérimentations, on a considéré qu’il existait une corrélation entre l’intensité lumineuse, qui est une puissance qui s’exprime en watt par mètres carrés et les lux mesurés par notre appareil. En réalité le luxmètre mesure l’éclairement 65

lumineux reçu par la surface contenant les Dermanyssus (lumen/m²), et il existe autant de corrélations avec l’intensité lumineuse mesurée en candela que de longueur d’onde.

Pour passer des Lux en Candéla (avec une longueur d’onde donnée), donc de l’éclairement à l’intensité de l’éclairement, on peut utiliser différentes formules mathématiques applicables pour chaque longueur d’onde, il existe également des tables de conversions électroniques (exemple : 6ème site internet de la bibliographie). On retiendra que 1Lux=1 candéla à un mètre et que 1candéla= 1lumen/1stéradian (mesure de l’angle solide, formé par une source lumineuse et la surface qu’elle éclaire, en considérant cette surface comme sur le bord d’une sphère dont la source lumineuse est le centre). La candela est l'intensité lumineuse, dans une direction donnée, d'une source qui émet un rayonnement monochromatique de fréquence 540 ×1012 hertz.

Si l’on croise les résultats obtenus avec les filtres colorés ou la lampe monochromatique on a effectivement montré que les acariens sont sensibles à l’intensité lumineuse mais, j’ai pu observer tout au long de mes manipulations, qu’ils semblaient également relativement réceptifs aux vibrations dans la salle. Par exemple lors du transport des boîtes de la paillasse au dispositif expérimental ils semblaient bouger d’avantage, ainsi on peut se demander dans quelle mesure ils ne bougeaient pas dans la boîte en sentant les vibrations des pas quand j’arrivais pour le comptage. Un autre point peut avoir joué sur la réponse des acariens pendant les expérimentations, il concerne la mise au froid des Dermanyssus gallinae avant la mise en boîte de pétri. En effet on peut se demander si le fait d’être refroidi n’a pas influencé leur comportement en particulier leur vitesse de réaction aux stimuli. Le moyen de conservation des souches d’acarien dans les bécher est également un point difficile de la partie expérimentale, les conditions étaient en effet suffisantes pour mener à bien nos expériences mais loin de représenter la réalité d’un poulailler. Par exemple la lumière du jour dans le laboratoire et les heures d’expérimentation variaient ce qui a également pu perturber les acariens. Cependant les résultats montrent bien que les acariens sont sensibles d’une part aux longueurs d’ondes et d’autre part à l’éclairement reçu. Cela permet donc de prendre en considération deux points dans la lutte lumineuse contre cet acarien et de s’interroger au sujet des organes photosensibles qui entrainent une réponse de D. gallinae aux longueurs d’ondes. En effet on peut imaginer que ces organes ne sont pas de même nature que ceux entrainant une réponse à la quantité de lumière reçue.

Par ailleurs la chaleur dégagée par la lampe blanche n’ayant pas été prise en compte dans notre étude on peut se demander si D. gallinae serait pourvue de thermorécepteurs autant que ou au lieu de photorécepteurs. En effet on peut supposer que la chaleur dégagé la nuit, ou sous le filtre infra rouge est moindre qu’en journée ou avec un autre filtre. Dans ce cas y a -t-il une ou plusieurs cellules sensibles à la chaleur

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et/ou aux infra rouges comme cela semble être le cas chez le coléoptère cavernicole Speophyes lucidulus (G.Corbière-Tchané, 1971).

On pourrait alors donner suite en imaginant de mettre des lumières de puissantes intensités à l’entrée des sites de pontes ou bien des LED dont le spectre est dans celui de la lumière blanche ce qui repousseraient les acariens du genre D. gallinae, les poules seraient moins attaquées durant la ponte et les œufs moins tachés à la sortie.

L’intensité lumineuse dans les poulaillers est très faible, cela permet de rassurer les poules qui, n’étant pas apprivoisées sont terrorisées à la moindre approche humaine. Une solution pourrait être d’augmenter l’intensité lumineuse, le stress induit par l’homme étant peut être moins fort que celui induit par un taux extrêmement élevé de parasitisme.

La solution idéale serait alors d’avoir des poules plus habituées au contact humain, pour cela il faut donc moins d’individus, élevés dans de meilleures conditions…..

C-Vérification des spectres lumineux du matériel

La composition des longueurs d’ondes des différentes lumières utilisées se sont toutes révélées monochromatiques sauf celle de la lumière bleue cyan obtenue avec la lampe LED (Castorama nd). Ces résultats ne peuvent donc pas être mis en parallèles de ceux obtenus avec le filtre bleu clair. On notera que les deux pics de la couleur cyan correspondent à la couleur bleu d’une part et verte d’autre part et que les réactions des acariens pour cette couleur était les mêmes que pour les couleurs la composant.

Le spectre du filtre bleu laisse également passer les IR, cependant, les IR se paraissent pas effrayer les acariens particulièrement aussi peut-on relier leur réaction sous ce filtre principalement aux longueurs d’ondes émise dans le bleu par ce filtre (360- 500nm). De même le fait que le filtre R72 laisse passer les longueurs d’ondes supérieur à 700 nanomètre et non pas 648 n’influence pas particulièrement les résultats au vue de la précision des longueurs d’ondes mesurées pour les filtres ou les lumières monochromatiques.

Les résultats obtenu avec le filtre vert différent d’une part de ceux obtenus avec les filtres des autres couleurs mais aussi de ceux obtenus avec la lampe monochromatique bien que le spectre vert diffusé soit le même. On peut donc raisonnablement supposer que ces résultats sont entièrement dus aux fluctuations d’échantillonnage, comme le montre les résultats de l’analyse statistique et non pas à une sensibilité particulière des acariens au filtre vert.

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CONCLUSION

L’étude de la biologie d’un parasite en laboratoire présente de nombreuses difficultés. En premier lieux leurs mode de vie est alors très éloigné de leur mode de vie naturel ce qui peux, en partie, expliquer la faible connaissance que l’on a de leur biologie et donc un certain échec lors de la lutte contre ces dernier. De plus la manipulation d’être à la limite du visible nécessite une habitude longue à acquérir de la part des manipulateurs et une prévoyance à chaque étape de manipulation. Ainsi les études régulièrements menées sur les êtres vivants en laboratoire et dont on lit souvent les résultats sous formes d’articles publiés sont loin d’être simples à réaliser et demande beaucoup plus de temps, de savoir-faire et de compétence que l’on peut imaginer de prime abord. Au vue de l’importance économique du parasite étudié ici ; la lutte contre ce dernier, mais aussi contre les autres espèces parasites nuisibles, doit être poursuivie activement par le biais de l’approfondissement de la connaissance de sa biologie. D’autres données sur la biologie de l’acarien et en particulier sur leurs prédateurs naturels (Hypoaspis aculeifer, Androlaelaps casalis, Amblyseius potentillae) seraient très intéressantes à étudier puis à exploiter, toujours dans le but de la lutte en élevage de poules pondeuses entre autres. Cela a été fait dans d’autres familles d’acariens qui portent préjudice par exemple en terrariophilie avec Ophyonissus natrici (R. W. Strandtmann, G. W. Wharton, 1958). En effet ils représentent une part non négligeable des consultations en herpétologie et peuvent causer des dégâts (anémie, vecteur de virus tel L’Inclusion Body Deases(IBD)…) allant fréquemment jusqu’à la mort du reptile. Une mise sur le marché des prédateurs de cet acariens a été essayée cette année sous le nom de Taurus ND, son succès est encore à démontrer, une étude est en cours à ce sujet. Pour le moment les essais thérapeutiques mais surtout préventif donnent de bon espoirs quant à l’utilisation par le grand publique de ce produit. Cela serait une aide inestimable pour le vétérinaire et le terrariophile, et pourquoi pas en médecine aviaire si ce prédateur peut se nourrir de Dermanyssus gallinae.

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ANNEXES :

Annexe A :

Jour 1 2 3 4 5 6 7 8 9 Nb aca- riens total

par boîte N°boîte

1 10 8 7 7 7 2 2 1 1 10

2 10 8 7 6 6 3 3 1 1 10

3 9 9 9 8 8 7 6 6 5 9

4 10 10 8 6 6 3 1 1 0 10

5 13 11 11 11 11 8 8 8 4 13

6 10 7 5 4 4 4 0 0 0 10

7 9 8 8 8 8 8 8 8 7 9

8 10 8 6 6 5 5 4 2 0 10

9 11 2 1 1 1 1 0 0 0 11

10 10 10 10 10 9 9 3 3 2 10

R1 10 10 10 10 4 3 3 2 2 10

R2 9 8 8 7 7 7 6 6 6 9

R3 12 9 9 9 9 9 9 7 6 12

R4 10 3 3 3 3 3 2 2 2 10

R5 16 13 12 12 12 12 11 11 7 16

J1 10 8 8 6 6 6 6 6 4 10

J2 10 9 9 9 7 7 7 7 6 10

J3 11 9 9 9 8 7 6 6 5 11

J4 13 11 11 2 2 2 2 1 1 13

J5 10 9 8 8 7 7 7 7 7 10

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R’1 10 9 9 9 8 8 7 7 3 10

R’2 10 6 6 6 5 3 3 3 3 10

R’3 10 8 8 8 8 4 4 3 2 10

R’4 10 8 8 8 4 3 2 2 2 10

R’5 10 6 6 6 6 1 1 1 1 10

Tableau2 : Nombre d’acariens vivants (nombre d’acariens total en dernière colonne) dans chaque boîte sur 13 jours.

Annexe B : Nb Nb % moyenne N°boîte acariens acariens acariens non total cachés cachés par boîte

FILTRES

UV/IR 8 4 16 75 cut

8’ 3 14 78.6 78

8’’ 3 12 75

16 2 10 80

Rouge 9 5 15 66.7

9’ 3 10 70 65

9’’ 5 13 61.5

17 5 12 58.4

70

Vert 10 2 11 82

10’ 0 11 100 91

10’’ 0 11 100

18 3 15 80

Bleu 11 1 13 92.3

11’ 4 10 60 84

11’’ 1 11 90.9

19 1 12 91.7

Bleu 12 0 6 100 jour

12’ 0 12 100 98

12’’ 0 9 100

20 1 20 92.3

IR 13 8 11 27.3

13’ 10 11 9.1 33

13’’ 7 13 46.2

21 6 12 50

R72 15 4 14 71.4

15’ 5 12 58.3 64

15’’ 4 11 63.6

22 5 13 61.5

71

UV 14 2 11 81.8

14’ 3 13 77 81

14’’ 2 11 81.8

23 2 11 81.8

Lumière A 0 15 100 blanche B 1 12 91.7

C 0 20 100 97

D 1 19 95

Noir A’ 10 13 23

B’ 6 12 50 34

C’ 9 16 44

D’ 16 20 20

Tableau 3 : Données brutes récoltées lors de l’expérience concernant la sensibilité des acariens aux différentes longueurs d’ondes.

Annexe B2 :

filtres Effectif %cachés %non IC Pa= cachés acariens lu IC/2

UV/IR 52 78 22 24 12

Rouge 50 65 55 28 14

vert 48 91 9 21 10.5

bleu 56 84 16 20 10

Bleujour 47 98 2 14 7

72

R72 50 64 36 28 14

UV 45 81 19 27 13.5

Lumière 66 97 3 12 6

blanche

Lumière 61 34 27 24 12

noire

Tableau 3bis : intervalles de confiance sur le pourcentage d’acarien cachés.

Annexe C :

Numéro boîte Nombre Nombre % d’acariens moyenne d’acariens d’acariens non cachés non cachés total par boite

Lux

150 150 1 16 94

150’ 0 11 100 92

150’’ 2 14 86

150’’’ 2 18 89

100 100 3 11 73

100’ 0 16 100

100’’ 1 15 93 92

100’’’ 0 13 100

60 60 0 13 100

60’ 7 17 59 83

73

60’’ 3 13 77

60’’’ 1 18 94

30 30 3 16 81

30’ 5 14 64 75

30’’ 4 17 76

30’’’ 2 10 80

10 10 8 14 43

10’ 12 17 29 47

10’’ 6 10 40

10’’’ 3 12 75

Tableau4 : données brutes concernant la répartition des acariens sous les caches selon différentes intensités lumineuses

Annexe D : Numéro Nb Nb % moyenne acariens acariens acariens boîte non cachés total par cachés boite

couleur

rouge R 6 13 54

R1 7 14 50 44

R2 8 15 47

R3 9 12 25

vert V 1 12 92

74

V1 3 14 79 78

V2 4 13 69

V3 5 17 71

bleu B 4 14 71

B1 8 12 33

B2 7 12 42 54

B3 4 13 69

Bleu BC 6 11 46 ciel

BC1 3 10 70 56

BC2 5 12 58

BC3 5 10 50

Tableau5 : données brutes concernant la répartition des acariens sous les caches selon différentes couleurs pour une intensité lumineuse de 33Lux.

75

Annexe E :

Numéro Nombre Nombre % moye de boîte d’acarien d’acarie d’acariens nne s non ns total cachés cachés dans la boîte

Couleur à100lux

Rouge R100 3 11 73

R100’ 5 13 61 69

R100’’ 6 16 63

R100’’’ 3 13 77

verte V100 3 12 75

V100’ 4 14 71 82

V100’’ 1 10 90

V100’’’ 1 10 90

bleu B100 5 15 67

B100’ 3 10 70

B100’’ 2 11 82 76

B100’’’ 1 11 91

Bleu ciel BC100 2 12 83

BC100’ 3 10 70 77

76

BC100’’ 3 11 73

BC100’’’ 2 10 80

Tableau6 : données brutes concernant la répartition des acariens sous les caches selon différentes couleurs à 100Lux.

Notes :

- Les photos ont été prises lors de la visite de l’élevage de poules pondeuses de Confrançon par A.Rossfelder.

-Les schémas ont été faits par A.Rossfelder

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Rossfelder Aurore

Comportement et lumière chez Dermanyssus gallinae

Thèse d’Etat de Doctorat Vétérinaire : Lyon, 6 décembre 2012

RESUME : Dermanyssus gallinae encore appelé le pou rouge des volailles est encore peu connu du point de vue de sa biologie. Le but d’une connaissance plus approfondie du comportement de cet acarien se place dans le cadre de la lutte contre celui-ci. Après avoir rappelé quelques éléments de biologie de cet acarien nous essayerons d’étudier plus en avant le comportement de cet acarien. Pour ce faire deux expériences ont été mise en place et développées au laboratoire de parasitologie de l’ENVL. Une première aura pour objectif de mettre en évidence le rôle des phéromones dans le comportement d’agrégation de l’acarien. Une seconde expérience aura pour but de mettre en évidence quels sont les paramètres lumineux aux quels cet acarien est sensible.

MOTS CLES : - Dermanyssidae - Lumière - Animaux – Mœurs et comportement - Expériences -Microorganismes -- Agrégation

JURY : Président : Monsieur le Professeur Jean Daléry

1er Assesseur : Monsieur le Professeur Lionel Zenner 2ème Assesseur : Monsieur le Maître de conférence Gilles Bourgoin

DATE DE SOUTENANCE : 6 décembre 2012

ADRESSE DE L’AUTEUR :

8 rue des Goncourt 75011 Paris

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