Složení a Struktura Společenstev Mnohobuněčných Parazitů Vybraných Skupin Endemických Ryb (Leuciscinae, Barbinae) V Jižní Evropě

MASARYKOVA UNIVERZITA PŘÍRODOVĚDECKÁ FAKULTA ÚSTAV BOTANIKY A ZOOLOGIE

Složení a struktura společenstev mnohobuněčných parazitů vybraných skupin endemických ryb (Leuciscinae, Barbinae) v jižní Evropě

Bakalářská práce

Kateřina Vyčítalová

VEDOUCÍ PRÁCE: doc. RNDr. Milan Gelnar, CSc. BRNO 2014

Bibliografický záznam

Autorka: Kateřina Vyčítalová Přírodovědecká fakulta, Masarykova univerzita Ústav botaniky a zoologie

Název práce: Složení a struktura společenstev mnohobuněčných parazitů vybraných skupin endemických ryb (Leuciscinae, Barbinae) v jižní Evropě.

Studijní program: Evoluční a ekologická biologie

Studijní obor: Evoluční a ekologická biologie

Vedoucí práce: doc. RNDr. Milan Gelnar, CSc.

Akademický rok: 2014/2015

Počet stran: 64

Klíčová slova: endemické druhy ryb; Leuciscinae; Barbinae; mnohobuněční cizopasníci; společenstva; jižní Evropa; Řecko

Bibliographic entry

Author: Kateřina Vyčítalová Faculty of Science, Masaryk University Department of Botany and Zoology

Title of Thesis: Composition and structure of metazoan parasite communities of selected endemic host fish (Leuciscinae, Barbinae) originating from Southern Europe.

Degree programme: Ecological and Evolutionary Biology

Field of Study: Ecological and Evolutionary Biology

Supervisor: doc. RNDr. Milan Gelnar, CSc.

Academic Year: 2014/2015

Number of Pages: 64

Key Words: endemic fish species; Leuciscinae; Barbinae; metazoan parasites; communities; Southern Europe; Greece

Abstrakt

Cílem této bakalářské práce je vypracovat literární rešerši o mnohobuněčných parazitech endemických sladkovodních druhů ryb Leuciscinae a Barbinae vyskytujících se v jižní Evropě, se zaměřením na území Řecka. Práce předkládá přehled 140 zástupců vybraných skupin ryb, z toho 47 vyskytujících se v Řecku. Zabývá se především jejich předpokládanou parazitofaunou a obsahuje přehled 221 druhů mnohobuněčných cizopasníků zaznamenaných na modelových hostitelských druzích ryb střední Evropy, jejichž parazitofauna je poměrně kvalitně prozkoumána. Část této bakalářské práce se zabývá také základní terminologii doporučené ke studiu společenstev cizopasníků, včetně metod používaných k parazitologické pitvě, izolaci, fixaci a následných laboratorních postupů.

Abstract

The aim of this thesis is to work up a literature review related to metazoan parasites of endemic freshwater fish species of Leuciscinae and Barbinae occurring in Southern Europe, focused on Greek territory. The thesis presents an overview of 140 representatives of selected groups of fish, of which 47 are found in Greece. It deals mainly with their expected parasitofauna and provides an overview of 221 species of metazoan parasites recorded from model fish hosts in Central Europe, whose parasitofauna is relatively well understood. Part of this thesis also deals with the basic terminology recommended for parasite communities study including methods used to parasitological dissection, isolation, fixation and further laboratory processes.

Poděkování

Mé poděkování patří především mému vedoucímu doc. RNDr. Milanu Gelnarovi, CSc. za ochotu a všechen čas, který mi věnoval při vedení mé bakalářské práce. Můj velký dík patří Mgr. Radku Šandovi, Ph.D. za velmi podnětné rady a připomínky při zpracovávání ichtyologických údajů, mé konzultantce doc. RNDr. Andree Vetešníkové Šimkové, Ph.D. za poskytnutí přínosných informací, Ing. Pavlu Jurajdovi, Ph.D. za poskytnutí možnosti podívat se do terénu, Bc. Gabriele Vágnerové za velmi cennou zkušenost v parazitologické laboratoři, Mgr. Evě Řehulkové, Ph.D. za pomoc při poznávání mikroskopických metod a poskytnutí fotografií a RNDr. Boženě Koubkové, Ph.D. za cenné rady při finálním zpracovávání bakalářské práce. Také bych chtěla poděkovat mé rodině, přátelům a partnerovi za jejich podporu, shovívavost a velkou trpělivost.

Prohlášení

Prohlašuji, že jsem svoji bakalářskou práci vypracovala samostatně s využitím informačních zdrojů, které jsou v práci citovány.

V Brně dne 24. 9. 2014 ………………………………

Obsah

1. Úvod ...... 9 2. Ichtyologická charakteristika jižní Evropy...... 11 3. Laboratorní metodika ...... 14 3.1. Lov a transport ryb a jejich držení v laboratorních podmínkách...... 14 3.2. Parazitologická pitva ryb...... 17 3.3. Izolace cizopasníků a jejich příprava pro druhovou determinaci...... 23 3.4. Mikroskopické techniky a dokumentace parazitologického materiálu ...... 25 4. Základní terminologie studia cizopasníků...... 31 4.1. Ekologie populací a společenstev cizopasníků...... 31 4.2. Epidemiologie a distribuce cizopasníků...... 32 5. Ichtyoparazitofauna jižní Evropy ...... 34 5.1. Druhové spektrum endemických sladkovodních ryb jižní Evropy ...... 34 5.2. Cizopasníci endemických sladkovodních ryb v Řecku...... 39 5.3. Parazitofauna vybraných modelových druhů střední Evropy ...... 40 6. Závěr...... 55 7. Literatura ...... 56

1. Úvod

Evropa patří mezi oblasti světa s velice dobře prostudovanou parazitofaunou sladkovodních a mořských ryb. Česká republika je v tomto kontextu zemí se značně dlouhou rybníkářskou a rybářskou tradicí a podobně jako řada dalších zemí střední a východní Evropy disponuje dostatkem poměrně kvalitních informací o druhovém složení, výskytu, biologii, ekologii, jakož i patogenitě velkého počtu cizopasníků představujících často původce velmi významných onemocnění ryb v nejrůznějších typech rybochovných zařízení (ERGENS & LOM 1970). Určitou výjimku zde představují země jižní a jihovýchodní Evropy, kde byli cizopasníci ryb doposud studováni pouze sporadicky, úroveň jejich poznání je zde tedy spíše velmi malá. Jednou z těchto zemí je Řecko, ze kterého pochází zatím jen zcela ojedinělé informace o parazitech sladkovodních ryb. Tato země, podobně jako některé další jihoevropské státy, je však zcela unikátní výskytem řady endemických druhů sladkovodních ryb. O parazitofauně těchto ryb neexistují v současné době praktický žádné údaje a tato okolnost z nich činí mimořádně zajímavý objekt studia.

Pracovní skupina parazitologie Ústavu botaniky a zoologie Přírodovědecké fakulty Masarykovy univerzity v Brně je jednou ze skupin v České republice, kde je ichtyoparazitologie úspěšně rozvíjena a těší se značnému zájmu studentů a doktorandů. Tato skupina je nositelem celé řady projektů, které jí dovolují studovat cizopasníky ryb nejen v Evropě, ale i na některých dalších kontinentech. Výzkum cizopasníků endemických sladkovodních ryb jižní Evropy (Řecka) je tedy plně v souladu s vědecko-výzkumným zaměřením této skupiny a lze očekávat získání velkého počtu zcela originálních poznatků. Bakalářská práce tedy bude součástí komplexního výzkumu parazitů sladkovodních ryb v Evropě, který bude finančně zajištován z projektu Centra Excellence ECIP – Evropské centrum ichtyoparazitologie podporované Grantovou agenturou České republiky.

Cíle této bakalářské práce jsou tyto:

1. Seznámit se se základní ichtyoparazitologickou literaturou vztahující se k danému tématu a vypracovat přehled o fauně endemických druhů ryb

(Leuciscinae, Barbinae) a o jejich předpokládané parazitofauně v zájmové geografické oblasti.

2. Seznámit se ze základní literaturou týkající se studia složení a struktury společenstev cizopasníků a s příslušnou terminologií.

3. Osvojit si potřebné metody ichtyoparazitologické pitvy sloužící k izolaci, sběru, fixaci cizopasníků a následného morfometrického studia a determinace cizopasníků.

2. Ichtyologická charakteristika jižní Evropy

Zájmová geografická oblast se nachází v nejjižnější části evropského kontinentu a zahrnuje tyto státy: Španělsko, Portugalsko, Francii, Itálii, Slovinsko, Chorvatsko, Bosnu a Hercegovinu, Černou Horu, Albánii, Makedonii, Bulharsko a Řecko, s tím, že tato práce je zaměřena především na ichtyofaunu Balkánského poloostrova, především na území Řecka. Z hlediska vnitrozemních tekoucích vod a jejich zaústění do moře spadá sledované území převážně do podoblasti středomořské (HANEL & ANDRESKA 2013). Ta se v porovnání se zbytkem Evropy vyznačuje nízkou druhovou bohatostí sladkovodních druhů ryb (ECONOMOU et al. 2007; KOTTELAT & FREYHOF 2007). (Obr. 1)

Obr. 1: Druhová bohatost sladkovodních ryb v Evropě, získaná překrytím oblastí výskytu 525 druhů sladkovodních ryb (KOTTELAT & FREYHOF 2007).

Takové oblasti jsou však unikátní vysokou druhovou bohatostí endemických druhů sladkovodních ryb (BIANCO 1995; CRIVELLI 1995; ECONOMOU et al. 2007; KOTTELAT & FREYHOF 2007; ESSL et al. 2013). Endemický druh je druh, jehož vznik a rozšíření jsou vázány pouze na určité omezené území a nikde jinde se přirozeně nevyskytuje. Na jihu Řecka a kolem východního pobřeží Jaderského moře

se nachází jedna z nejvyšších koncentrací endemických sladkovodních druhů ryb (ZARDOYA & DOADRIO 1999; KOTTELAT & FREYHOF 2007). Podle BOBORI & ECONOMIDIS 2007 je v Řecku nejméně 89 původních druhů sladkovodních ryb a z nich je 54 druhů endemických pro jižní část Balkánu. Značný stupeň endemismu se nachází rovněž v Itálii (HANEL & ANDRESKA 2013) a na Iberijském poloostrově (ELVIRA 1995; ZARDOYA & DOADRIO 1999; ESSL et al. 2013). (Obr. 2)

Obr. 2: Hustota výskytu druhů evropských sladkovodních ryb s areálem jejich výskytu menším než 5000 km2 (KOTTELAT & FREYHOF, 2007).

Druhová bohatost endemických druhů a jejich distribuce na daném území může být ovlivněna různými faktory – podmínkami životního prostředí, biotickými vlivy, introdukcí, působením člověka (CRIVELLI 1995; ECONOMIDIS 1995; BIANCO 1995; DUDGEON et al. 2006; SVENNING et al. 2010), ale především biogeografickou historií. Pro rozšíření evropských endemických sladkovodních ryb z čeledi Cyprinidae existují tři biogeografické hypotézy, všechny předpokládající, že jejich původ je v Asii (BANARESCU 1989; SANJUR et al. 2003). První hypotéza říká, že se tyto ryby šířily vodními toky napříč střední Evropou do jižní části Evropy a přes Gibraltarský průliv do severní Afriky během neogénu. Toto rozšíření ryb a následná izolace Iberijského poloostrova a jižní části Řecka by mohly mít za

následek vznik bohaté endemické fauny těchto oblastí (BANARESCU 1989; ZARDOYA & DOADRIO 1999). Druhá hypotéza (BIANCO 1990) uvažuje tzv. messinskou salinitní krizi, kdy došlo téměř k vysušení Středozemního moře, které se pak znovu naplnilo vodou z moře Sarmatického (Paratethys) (HSÜ et al. 1977). Podle této hypotézy se poté Cyprinidae rozšířily ze Středozemního moře na jih Řecka a Iberijský poloostrov, kde vytvořily endemické populace (BIANCO 1990; REYJOL et al. 2007). Třetí hypotéza předpokládá mezikontinentální šíření ryb během formování současného pobřeží severní Afriky, které probíhalo během raného pliocénu. Tektonické pohyby v oblasti Středozemního moře mohly poskytnout rybám osídlení severní Afriky a Iberijského poloostrova a ovlivnit tak současnou zoogeografii druhů ve středozemní oblasti (DOADRIO 1990).

3. Laboratorní metodika

3.1. Lov a transport ryb a jejich držení v laboratorních podmínkách

Jedním z nejstarších způsobů rybolovu je lov na udici. Vzhledem k tomu, že odlov ryb pomocí udice vystavuje ryby stresu, často způsobuje poranění až smrt ryby (MUONEKE & CHILDRESS 1994) a je poměrně časově náročná, není příliš vhodná pro lov ryb za účelem parazitologické pitvy.

Efektivnější metodou odlovu většího množství ryb je využití sítí. Síťové lovné prostředky mohou být pasivní (např. tenata, vrše, vězence, pasti) nebo aktivní (např. čeřeny, zátahové sítě, sítě vlečné a tlačné). Volba typu sítě závisí především na druhu, velikosti, distribuci a počtu jedinců lovených ryb (OLIN & MALIEN 2003). Pasivní lovné prostředky mají funkci samočinných lapadel, do kterých se ryba uloví na základě své vlastní pohybové aktivity nebo je do ní zanesena proudem (TUREK et al. 2013). Typickými pasivními sítěmi jsou tenata, jejichž výhodou je možnost lovit ve všech hloubkách a téměř na všech habitatech. Velmi často se ale stávají destruktivním prostředkem, při kterém je část ryb po noční instalaci usmrcená (KUBEČKA & PRCHALOVÁ 2006). Mezi velmi často používané aktivní lovné prostředky patří sítě zátahové. Odlov s nimi je proveden poměrně rychle a nedochází při něm k nadměrnému poškození ryb (TUREK et al. 2013). Nevýhodou je požadavek na nepřítomnost překážek na dně zvoleného místa odlovu a v případě tekoucích vod je předpokladem pro tento způsob lovu minimální rychlost proudu (JURAJDA et al. 2006).

Nejběžnější metodou odlovu sladkovodních ryb pro parazitologickou pitvu je lov elektrickým agregátem (elektrolov). Základní vybavení zahrnuje zdroj energie (generátorová souprava nebo akumulátor, Obr. 3), ovládací skříňky, přívodní vodiče a elektrody (zpětná – katoda a lovící – anoda), rám nebo brašnu a příslušenství. Elektrody vytváří ve vodě elektrické pole, ve kterém se ryba pohybuje směrem k anodě. V určité vzdálenosti od ní dojde k jejímu omráčení a ryba je následně odchycena (Obr. 4) Po přemístění ryby pomocí podběráku dochází poměrně rychle k jejímu procitnutí a navrácení tělesných funkcí (BEDNÁŘ et al. 2013). Tato metoda je velmi jednoduchá, efektivní a relativně neškodná pro ryby (BOHLIN et al. 1989).

Na drobnější organismy působí při používání elektrického agregátu jen velmi malé tělesné napětí, takže nepoškozuje ani ostatní živočichy ve vodním prostředí. Podmínkou je ovšem nastavení vhodných parametrů podle vodivosti vody, velikosti a druhu lovených ryb a správná manipulace se zařízením pouze kvalifikovaným pracovníkem. V opačném případě může dojít k poškození až usmrcení ryb a ostatních vodních organismů (BEDNÁŘ et al. 2013).

Obr. 3: Generátorová souprava k elektrolovu (orig).

Obr. 4: Odlov ryb pomocí elektrického agregátu (orig).

Ve všech uvedených metodách rybolovu je nutné dodržovat zákonem stanovené právní normy. Veškeré zacházení s rybami od jejich ulovení až po parazitologické vyšetřování musí být velmi šetrné, je nutné vyvarovat se pádů ryb na zem, hrubých a suchých předmětů, atd. Při setření či zaschnutí ochranné vrstvy slizu na povrchu těla ryb by totiž mohlo dojít ke ztrátě až zničení části nebo všech

ektoparazitů (ERGENS & LOM 1970). K získání reprezentativních výsledků parazitologického vyšetřování je vhodné ulovit asi 10 až 15 jedinců daného druhu ryby. Vzorky by měly být odebrány v různých ročních obdobích, protože většina cizopasníků jeví sezónní změny výskytu a pohlavní dospělosti (MORAVEC 1994). Je také vhodné zavést protokol, ve kterém bude uvedeno datum odlovu, přesná lokalita, počet odlovených jedinců, případně další údaje.

Odlovené ryby jsou převezeny do laboratoře v nádobě s dostatečným prostorem a množstvím původní vody. Během transportu je nutné udržovat původní teplotu vody a okysličovat ji vzduchováním. Stejné podmínky platí i pro držení ryb v laboratoři – ryby mohou být držené v kádích, barelech či nádržích, ideálně s původní vodou, případně s dostatečně odstátou vodovodní vodou. V obyčejné vodovodní vodě totiž dochází vlivem v ní obsažených dezinfekčních látek ke kvalitativním i kvantitativním změnám složení parazitofauny hostitele (ERGENS & LOM 1970). Je nezbytné neustále udržovat původní teplotu (ledem nebo chladicím zařízením) a vodu pravidelně vyměňovat nebo zajistit její okysličování a filtrování. (Obr. 5)

Obr. 5: Schéma zařízení sloužícího k držení ryb v laboratoři (GELNAR 1987).

Pro parazitologické vyšetření jsou nejvhodnější ryby živé, čerstvě ulovené nebo držené co nejkratší dobu (maximálně několik dnů) po odlovení v terénu. Ryby, které jsou delší dobu mrtvé (získané např. na trhu nebo i fixované ve formaldehydu) lze také vyšetřit, ale výsledné údaje o parazitofauně hostitele jsou nepřesné (MORAVEC 1994, 2013).

3.2. Parazitologická pitva ryb

Před samotnou parazitologickou pitvou je zapotřebí si nejdříve připravit základní pitevní nástroje (Obr. 6), laboratorní náčiní, základní chemikálie (vodovodní voda, fyziologický roztok, 70% etanol, 4% formaldehyd) a ochranný oděv.

Obr. 6: Nástroje pro parazitologickou pitvu (zleva: chirurgické nůžky rovné, oční nůžky rovné, preparační jehla, skalpel, jemné preparační jehly, pinzeta, palička na usmrcení ryby a nůž na přetětí míchy) (orig).

Po zapsání základních údajů do protokolu (přesná druhová determinace ryby, určení pohlaví a alespoň přibližné stanovení stáří), je nutné rybu nejprve usmrtit. Usmrcení ryb se provádí silným úderem tupým předmětem na temeno hlavy, čímž dojde k omráčení ryby, zaručujícímu ztrátu citlivosti a vnímání při usmrcování. Následně je ryba přenesena do pitevní misky s přiměřeným množstvím vody, kde je provedeno usmrcení přetětím žaberních oblouků nebo přetětím míchy a cév řezem bezprostředně za hlavou. (Obr. 7) V této fázi je možné odebrat ze žaberní arterie

vzorek krve pro případný výzkum krevních parazitů (ERGENS & LOM 1970). Usmrcení je možné pouze pod dohledem osoby oprávněné manipulací se zvířaty ve smyslu odborné způsobilosti k navrhování pokusů a projektů pokusů podle § 15 d odst. 3 zákona č. 246/1992 Sb., na ochranu zvířat proti týrání, ve znění pozdějších předpisů. Po celou dobu manipulace s rybou se striktně držíme zásady zamezit možnosti setření povrchové slizové vrstvy ryby.

Obr. 7: Ryba usmrcená přetětím míchy (orig).

Po usmrcení je v první řadě zapotřebí získat základní morfometrické údaje o těle ryby a zaznamenat je do protokolu. Měřena je celková délka těla (od špičky rypce až po konec nejdelšího paprsku ocasní ploutve), standartní délka těla (od špičky rypce či horních úst po bázi paprsků ocasní ploutve) (Obr. 8) a celková hmotnost ryby (i s vnitřními orgány), případně další plastické znaky (HANEL 2001).

Obr. 8: Základní morfometrické údaje o těle ryby (a – celková délka těla, b – standartní délka těla) (KOTTELAT & FREYHOF 2007).

Následně je prováděna zevní makroskopická prohlídka povrchu těla ryb. Ta spočívá ve sběru cizopasníků pozorovatelných okem (především zástupci Hirudinea, Copepoda a Branchiura) (ERGENS & LOM 1970) a zaznamenání případných morfologických změn povrchu těla, vyvolávaných parazity jako např. Ichthyophthirius multifiliis (Fouquet, 1867), který se projevuje bílými tečkami na kůži sladkovodních ryb (NIGRELI et al. 1976), či Posthodiplostomum cuticola (Nordmann, 1832), jehož metacerkárie se projevují přítomností tmavě pigmentovaných cyst na ploutvích a povrchu těla (ONDRAČKOVÁ et al. 2002).

Pro vyšetření dalších ektoparazitů je nutné provést tzv. seškrab. Ten je proveden setřením povrchového slizu, včetně svrchních vrstev kožního epitelu, pomocí skalpelu a následně je přenesen na podložní skla s kapkou vody, kde je rozetřen a pozorován pod preparačním mikroskopem. Pro vyšetření žaberního aparátu jsou nejprve opatrně odstraněny skřele a je prohlédnuta jejich vnitřní strana, kde se mohou nacházet i některé druhy Copepoda či Nematoda (Obr. 9). Poté je prohlédnuta dutina ústní vzhledem k možné přítomnosti dalších druhů Copepoda, Hirudinea či Branchiura (ERGENS & LOM 1970). Po obnažení žaberní dutiny je nutné velmi opatrně izolovat jednotlivé žaberní oblouky pomocí pinzety a drobných nůžek. Žaberní oblouky jsou přeneseny do Petriho misek s vodou (Obr. 10) a pozorovány pod preparačním mikroskopem. Po důkladném prozkoumání jednotlivých žaberních lupínků, které je zapotřebí během prohlížení oddělovat pomocí preparačních jehel, je proveden seškrab z žaber a prohlédnut rovněž pod preparačním mikroskopem.

Obr. 9: Žaberní oblouky po odstranění skřelí (orig).

Obr. 10: Vyjmuté žaberní oblouky přenesené do Petriho misek s vodou (orig).

Ploutve jsou nejdříve odstřiženy, přeneseny do Petriho misek (Obr. 11) a důkladně vyšetřeny na přítomnost parazitů jako jsou zástupci Monogenea, larvy Mollusca a někteří Crustacea (ERGENS & LOM 1970). Až po izolaci těchto parazitů je z ploutví proveden seškrab, obdobně jako u povrchu těla.

Obr. 11: Odstřižené ploutve uložené jednotlivě v Petriho miskách (orig).

Dalším orgánem, který je potřeba vyšetřit jsou nosní jamky, které jsou vypreparovány a přeneseny na podložní sklo s kapkou vody, roztrhány pomocí preparačních jehel a pozorovány pod preparačním mikroskopem. V nosních jamkách se mohou vyskytovat i cizopasníci vysoce specializování, jako např. Dactylogyrus nasalis (Strelkow & Ha Ky, 1964) nebo Paraergasilus rylovi (Markewitsch, 1937) (ERGENS & LOM 1970).

Před pitvou vnitřních orgánů je nejdříve odstraněna voda z pitevní misky, aby nedošlo ke styku orgánů s vodou. Při styku orgánů s vodou by mohlo dojít v důsledku osmotického tlaku k porušení tělní stěny cizopasníků (MORAVEC 1994, 2013). Nejprve je velmi opatrně odstraněna celá tělní stěna pomocí skalpelu či nůžek (Obr. 12). Břišní dutina tělní je prohlédnuta kvůli možné přítomnosti larválních stádií Cestoda (např. Ligula sp.) nebo Nematoda (např. Philometra sp.) (ERGENS & LOM 1970). Poté jsou orgány vyjmuty z těla a jednotlivě uloženy do Petriho misek s fyziologickým roztokem (0,9% vodný roztok NaCl) (MORAVEC 1994, 2013). Dále je možné provést a vyšetřit seškraby z vnitřních stěn břišní dutiny. Pro vyšetření krevních parazitů je provedena kardiální punkce ze srdce či ledvin.

Obr. 12: Břišní dutina s vnitřními orgány po odstranění tělní stěny (orig).

Izolované orgány lze rozdělit do dvou skupin podle způsobu zpracování – orgány kompaktní (játra, ledviny, slezina) a orgány dutinové (střevo, močový měchýř, žlučový měchýř, apod.). Kompaktní orgány se vyšetřují metodou kompresorickou (tzv. roztlak) – rozmáčknutím orgánu nebo jeho reprezentativní části mezi dvěma skly (ERGENS & LOM 1970). Orgány dutinové je zapotřebí nejprve opatrně nastřihnout, prohlédnout v Petriho misce s fyziologickým roztokem a izolovat případné makroskopické cizopasníky. V případě špatné viditelnosti cizopasníků kvůli zákalu je vhodné využít metodu postupného promývání (HOVORKA 1954). Poté je proveden seškrab z vnitřních stěn orgánů a až poté kompresorická metoda a prohlížení vlastní tkáně orgánů. (Obr. 13)

Obr. 13: Vyšetření jater a žlučníku (vlevo) a střeva (vpravo) metodou roztlaku (orig).

Dalšími často vyšetřovanými orgány jsou oči, svalovina a mozek. Oči jsou vypreparovány, přeneseny do Petriho misek s fyziologickým roztokem, rozstřihnuty nůžkami a pozorovány pod preparačním mikroskopem. Poté je opět provedena metoda roztlaku. Mozek je po otevření lebeční dutiny vypreparován (Obr. 14) a vyšetřen kompresorickou metodou. Stejným způsobem vyšetřujeme i svalovinu, přičemž je vhodné zaměřit se především na svalovinu žaberní dutiny a svalovinu hřbetní. Pro vyšetření svaloviny a dalších tkání na přítomnost některých Nematoda lze také použít synteticky vytvořený roztok žaludečních šťáv (1000 ml 0,75% fyziologického roztoku, 7 ml koncentrované HCl a 6 g pepsinu), do něhož lze naložit kousky tkáně a po 4 až 6 hodinách inkubace při 20 až 25°C sbírat parazity (MORAVEC 1994, 2013). Schopnost aktivně opouštět odumírající hostitelskou tkáň mají i některé Monogenea. Jednotlivé žaberní oblouky lze ponechat po dobu asi 2 až 6 hodin v Petriho miskách s vodou a po uplynulé době je možné vyjmout cizopasníky pomocí preparačních jehel ze dna misek a přenést na podložní skla s kapkou vody (ERGENS & LOM 1970).

Obr. 14: Umístění mozku v lebeční dutině (orig).

3.3. Izolace cizopasníků a jejich příprava pro druhovou determinaci

Izolace mnohobuněčných cizopasníků od hostitelské tkáně je prováděna pod preparačním mikroskopem za použití velmi jemných pinzet nebo preparačních jehel. Odběr je prováděn velmi opatrně, aby nedošlo k mechanickému poškození struktur, především přichycovacích orgánů, jež jsou významným determinačním znakem některých cizopasníků (ERGENS & LOM 1970). Pokud je cizopasník přichycen k hostitelské tkáni velmi pevně, doporučuje se použít silnější proud vody nebo ponořit tkáň do fyziologického roztoku (HOVORKA 1954). Odebraný parazit je přenesen do kapky vody nebo fyziologického roztoku na podložní sklo, kde je zbaven případných nečistot. Izolovaní a očištění cizopasníci jsou posléze pozorováni za živa, kdy jsou zjišťovány např. funkce jednotlivých orgánů parazitů, rozmístění přichycovacích orgánů a jejich přirozený tvar. Obvykle však podléhají cizopasníci dalšímu zpracování zahrnující fixaci, případné barvení a montování do trvalého média (JÍROVEC 1958).

Parazity malých rozměrů (Dactylogyridea, Gyrodactylidea, Tetraonchidae nebo larvální stádia dalších parazitů) je nutné centrovat pomocí preparační jehly do středu kapky na podložním skle, následně přiložit krycí sklíčko a pomocí kousku filtračního papíru odsát tekutinu ze stran krycího sklíčka až do prasknutí tělní stěny parazita (ERGENS & LOM 1970). Poté jsou rohy krycího sklíčka přilepeny k podložnímu sklu lakem na nehty. Po zaschnutí je k jednomu z okrajů krycího sklíčka přikápnuta fixační tekutina, např. GAP – směs nasyceného vodního roztoku pikranu amonného a glycerinu v poměru 1:1 (MALMBERG 1970), nebo směs 5% formaldehydu a glycerinu v poměru 5:1. Fixace spočívá v denaturaci bílkovin protoplazmy a jejich postupném vysrážení fixačními prostředky, aby se zabránilo posmrtným samovolným změnám v buňkách (HOVORKA 1954). Preparát je možné také převést do Kanadského balzámu. Výsledný preparát je zapotřebí označit datem, názvem nalezeného druhu (nebo alespoň rodu), druhem hostitelské ryby a lokalitou parazita – část těla ryby, kde byl parazit nalezen. (Obr. 15)

Obr. 15: Označený mikroskopický preparát fixovaný GAPem (orig).

Monogenea větších rozměrů, Cestoda, Trematoda a Acanthocephala je po odstranění nečistot z preparátu nutné fixovat za mírného tlaku pomocí krycího či dalšího podložního sklíčka, případně ještě zatíženého drobným závažím. Nejčastěji používanými fixačními činidly jsou 70% etanol nebo 4% formaldehyd. Cizopasníci jsou ve fixáži ponecháni mezi skly po dobu 30 minut až 2 hodin a pak přenášeni do etanolu či formaldehydu, kde jsou uchováni až do dalšího zpracování (ERGENS & LOM 1970). Cizopasníky lze dále obarvit karmínovými či hematoxylinovými barvivy (JÍROVEC 1958). Nebarvené či barvené preparáty je nutné dále namontovat do Kanadského balzámu.

Nematoda lze fixovat ponořením do 70% etanolu nebo 4% formaldehydu, ovšem aby došlo k natažení jejich těla, musí být fixační činidla zahřátá na 70-80°C. U druhů citlivých na osmotický tlak (převážně Dracunculoidea), je nezbytné použít zahřátou směs 70% etanolu a glycerinu (v poměru 9:1) nebo zahřátou směs fyziologického roztoku a 40% formaldehydu (9:1). Následně jsou konzervovány v 70% etanolu a připraveny pro další zpracování (MORAVEC 1994, 2013).

Izolované a očištěné cizopasníky Hirudinea, Branchiura a larvy Mollusca fixujeme pouhým přenesením a uložením do 4% formaldehydu bez nutnosti dalšího barvení (ERGENS & LOM 1970). Branchiura je možné nabarvit karmínem a převést do Kanadského balzámu. Pro detailnější studium Hirudinea je vhodné vytvořit podélné a příčné řezy a nabarvit je např. hematoxylin-eosinem (JÍROVEC 1958).

Během parazitologické pitvy je důležité registrovat i parazity jednobuněčné viz LOM & DYKOVÁ 1992.

3.4. Mikroskopické techniky a dokumentace parazitologického materiálu

Pro studium struktury biologických objektů, jež jsou pouhým okem neviditelné, je nutné využít zvětšovacích optických přístrojů, jako mikroskopy. Pro preparaci v parazitologické laboratoři je velmi významný stereomikroskop. Jedná se v podstatě o binokulární mikroskop, který má dva tubusy jako dva samostatné mikroskopy. Preparát je pozorován v dopadajícím světle a je tak vytvořen obraz skutečný a plastický (URL FSURF & OLYMPUS 2012).

Pro detailnější pozorování je však nutné použít dokonalejší optický přístroj – mikroskop složený, který využívá lomu světelných paprsků pomocí soustavy skleněných čoček. Tvoří ho část optická (objektiv a okulár), osvětlovací (zdroj světla, kondenzor a clony) a mechanická (stativ, stolek, tubus, atd.). Objektiv, nacházející se blíže pozorovanému objektu, zachycuje světelné paprsky procházející preparátem a zpracovává je ve zvětšený, skutečný a převrácený obraz. Okulár, který je blíže k oku, zvětšuje obraz vzniklý v objektivu a vytváří tak zvětšený, převrácený a neskutečný obraz. Okuláry a objektivy jsou propojené tubusem, kterým je možné pohybovat pomocí makrošroubu (pro hrubé zaostření) či mikrošroubu (pro jemnější zaostření). Objektivy jsou připojeny na otáčivou destičku, tzv. revolverový nosič. Celá tato optická soustava je připojena na mechanickou část pomocí stativu, který sestává z nosiče a pevného podstavce. Na stativu je umístěn stolek se svorkami na upevnění preparátu. U dokonalejších mikroskopů je stolek křížový, který umožňuje posun preparátu ve dvou k sobě kolmých směrech a nachází se v něm výřez, skrz který proniká světlo zdola přes kondenzor, který je umístěný pod stolkem mikroskopu. Kondenzor má za úkol soustřeďovat paprsky na preparát a pomocí irisové clony na něm umístěné je možné regulovat množství vstupujícího světla (URL FSURF & OLYMPUS 2012).

Obvykle jsou preparáty pozorovány v poli světlém. Obrysy, zrnka a hrubší plochy, zde vystupují jako tmavé struktury na světlém pozadí. (Obr. 16) U tmavého pole je to naopak – pozadí je tmavé a obrysy a struktury světlé a zářivé. Princip spočívá v tom, že světlo neproniká do objektivu centrálně a přímo, ale excentricky, aby se do objektivu dostaly pouze paprsky, které se v preparátu lámou a odrážejí.

Pozorování v tmavém poli se velmi osvědčí u preparátů nebarvených a méně kontrastních (URL FSURF & OLYMPUS 2012).

Obr. 16: Mikroskopický preparát pozorovaný v procházejícím světle. Snímek zachycuje haptor druhu Macrogyrodactylus polypteri (Malmberg, 1957). Preparát je fixovaný ve 4% formaldehydu a obarvený Gomoriho trichromem. (foto: Eva Řehulková)

Nebarvené mikroskopické preparáty je možné pozorovat pomocí optických kontrastních metod: fázový kontrast a diferenciální interferenční kontrast (DIC) podle Nomarského. U fázového kontrastu jsou paprsky, které projdou clonou a kondenzorem na preparát, dvojího druhu – jedny pronikají přes preparát přímo do objektivu, kde jsou zpracovány na způsob obrazu ve světlém poli, druhé se v preparátu odrazí a odchýlí a v objektivu jsou zpracované jako obraz v poli tmavém. Oba druhy paprsků jsou poté diferencované speciální clonou umístěnou v zadní ohniskové rovině objektivu, která jeden druh paprsků absorbuje a u druhého posouvá fázi paprsku o určitou část vlnové délky dozadu. Tímto se zamezí interferenčnímu rušení paprsků a umožní se vytvoření obrazu i u nepříliš kontrastního preparátu (URL FSURF & OLYMPUS 2012). (Obr. 17)

Obr. 17: Mikroskopický preparát pozorovaný pomocí fázového kontrastu. Snímek zachycuje haptor druhu Thylacicleidus serendipitus (Wheeler & Klassen, 1988). Preparát je fixovaný GAPem. (foto: Eva Řehulková)

Pro zvýraznění struktur je možné také využít světelný mikroskop vybavený optikou DIC podle Nomarského. V takovém mikroskopu se nachází několik polarizátorů, polarizujících vstupující světelné paprsky, a dva speciálně konstruované složené hranoly, které lineárně polarizované světlo rozdělí. Výsledkem je výrazně lepší rozlišení obrazu bez rušivých halogenových artefaktů a vytvoření reliéfního obrazu. Kromě toho poskytuje diferenciální interferenční kontrast možnost velmi snadného zpracování obrazu pomocí digitálních a video zobrazovacích technik (URL FSURF & OLYMPUS 2012) (Obr. 18)

Obr. 18: Mikroskopický preparát pozorovaný pomocí mikroskopu vybaveného diferenciální interferenčním kontrastem (DIC). Snímek zachycuje samčí kopulační orgán cizopasníka Pennulituba piratifalx (Řehulková, Justine & Gelnar, 2010). Preparát je fixovaný GAPem. (foto: Eva Řehulková)

Speciální metodou pozorování biologických objektů je fluorescenční mikroskopie. Ta je založena na procesu fluorescence – vlastnosti některých atomů a molekul absorbovat excitované světlo určité vlnové délky a následně vyzařovat světlo o delší vlnové délce. Fluoreskovat mohou dané objekty přirozeně nebo je tento jev vyvolán chemicky. Výsledkem jsou jasně zářící oblasti na tmavém pozadí s výrazným kontrastem. Fluorescenční mikroskopie je vynikající metoda zkoumání objektů in vitro (URL FSURF & OLYMPUS 2012).

Parazitologické vyšetřování se neobejde bez mikroskopického měření a kreslení či fotodokumentace objektů. V minulosti se často měřilo pomocí okulárového nebo objektivového mikrometru (HOVORKA 1954). V současnosti se mikroskopické objekty měří a fotí pomocí mikroskopu vybaveného pro fotodokumentaci a pořizování videozáznamu fotografickou komorou. Pro pořízení mikrofotografického snímku je možné použít například světelný mikroskop Olympus BX 50 vybavený pro fázový kontrast, zařízením pro fotoprojekci, digitálním kamerovým systémem přenašejícím obraz do počítače a kreslicím zařízením.

V počítači je obraz zpracováván pomocí moderních digitálních softwarových programů analýzy obrazu (např. Stream Motion, Pro Plus, MicroImage, Lucia) (ŠIMKOVÁ et al. 2001c, 2007, ONDRAČKOVÁ et al. 2009; MAŠOVÁ et al. 2011). (Obr. 19)

Obr. 19: Mikroskopování v parazitologické laboratoři: světelný mikroskop Olympus BX 50 vybavený kamerou a clonou pro fázový kontrast, kreslicí zařízení a projekce snímku na počítač pomocí programu Stream Motion v.1.5.1.(OLYMPUS C&S Sp) (orig).

Ruční kresba mikroskopických objektů umožňuje zachytit podrobnosti ve všech výškových rovinách objektu a případně zdůraznit jeho části důležité pro determinaci. Mikrokresbu je možné provádět volnou rukou, což vyžaduje dostatečnou technickou zručnost, nebo pomocí kreslicího zařízení. Vzniklou kresbu je poté možné naskenovat a upravit pomocí kreslicího tabletu a počítačových grafických programů (např. Adobe Ilustrator, Photoshop). (Obr. 20) U výsledné kresby či snímku je ve všech případech nutné uvést měřítko (obvykle v µm).

Obr. 20: Kreslicí tablet Intuos 5 (WACOM) se zpracováváním v programu Adobe Ilustrator CS6 (orig).

Získaný parazitologický materiál je posléze determinován pomocí následující literatury: ERGENS & LOM 1970; GUSSEV 1985; MORAVEC 1994, 2013; GIBSON et al. 2002; JONES et al. 2005; BRAY et al. 2008; PUGACHEV et al. 2009.

4. Základní terminologie studia cizopasníků

4.1. Ekologie populací a společenstev cizopasníků

Jedním ze základních pojmů ekologické parazitologie je termín populace, který označuje soubor jedinců téhož druhu (BEGON et al. 1997). Populaci cizopasníků lze studovat na několika hierarchických úrovních: infrapopulace (soubor veškerých cizopasníků téhož druhu na/v hostitelském jedinci v určitém konkrétním čase), metapopulace (soubor všech infrapopulací, tzn. soubor všech jedinců téhož druhu cizopasníka parazitujícího na/v všech hostitelích určitého druhu v daném ekosystému) a suprapopulace (soubor všech jedinců téhož druhu parazita (včetně vývojových stádií) u všech hostitelů v daném ekosystému) (ESCH & FERNANDÉZ 1993; BUSH et al. 1997). Populace různých druhů parazitů vyskytujících se v určitém prostoru a čase vytváří společenstvo parazitů (BEGON et al. 1997). (Obr. 21)

Obr. 21: Různé úrovně studia cizopasníků.

Stejně jako populace lze i strukturu společenstev studovat na několika analogických úrovních. Na úrovni infraspolečenstva (společenstvo infrapopulací na/v jednom hostitelském jedinci), metaspolečenstva (společenstva všech cizopasníků

zahrnující veškeré fáze cyklu parazitů jednoho hostitelského druhu), supraspolečenstva (všechny parazitární společenstva v daném ekosystému) a regionální parazitofauny (nejvyšší úroveň společenstva definovaná jako soubor infraspolečenstev parazitů v dané geografické oblasti) (ESCH & FERNANDÉZ 1993; BUSH et al. 1997). (Obr. 22)

Obr. 22: Hierarchická struktura společenstev cizopasníků

4.2. Epidemiologie a distribuce cizopasníků

Prevalence, incidence, intenzita infekce a abundance představují základní epidemiologické pojmy ekologie cizopasníků. Termín prevalence představuje podíl počtu hostitelů napadených parazity a počtu hostitelů vyšetřovaných na přítomnost parazitů, obvykle vyjádřen v procentech. Incidence je podíl počtu nových případů nakažených jedinců hostitelů v daném časovém úseku a počtu nenakažených jedinců hostitelů na začátku sledovaného období. Intenzita infekce je počet jedinců jednotlivých druhů parazitů na/v daném napadeném hostitelském jedinci. Abundance je počet jedinců jednotlivých druhů cizopasníků na/v daném hostiteli bez ohledu na to, zda je hostitel infikován (BUSH et al. 1997).

Distribuci cizopasníků lze rovněž studovat na několika hierarchických úrovních: distribuce na/v hostiteli (lokalizace), frekvenční distribuce (rozmístění populace parazita v populaci hostitele), distribuce mezi hostiteli různých druhů a geografická distribuce (WHITFIELD 1979; ESCH & FERNANDÉZ 1993). Distribuci parazitů mezi jednotlivými hostitelskými druhy vyjadřuje především stupeň hostitelské specifity, kterou určuje počet hostitelských druhů, které je daný druh parazita schopen parazitovat (WHITFIELD 1979).

Výsledky sledování ekologie populací a společenstev cizopasníků lze poté zpracovat metodami uvedenými v následujících publikacích: např. POULIN 1997; ŠIMKOVÁ et al. 2000, 2001a, 2001b; MATĚJUSOVÁ et al. 2000; POULIN & MORAND 2000; GELNAR et al. 2002; ONDRAČKOVÁ et al. 2002; MAGURRAN 2004; LOOT et al. 2007; POULIN 2007; BLAŽEK et al. 2008 a DÁVIDOVÁ et al. 2008.

5. Ichtyoparazitofauna jižní Evropy

5.1. Druhové spektrum endemických sladkovodních ryb jižní Evropy

Na celém evropském kontinentu žije nejméně 546 původních druhů sladkovodních ryb a mihulí (KOTTELAT & FREYHOF 2007). Tento počet ale nepřetržitě vzrůstá, jelikož platnost taxonů je neustále ověřována a velice často tak vznikají nové druhy. Např. podle ECONOMOU et al. 2007 vzrostl seznam druhů sladkovodních ryb v Řecku od roku 1991 (ECONOMIDIS 1991) o 56 nových druhů, což činí nárůst o zhruba 56 %. Endemické druhy čeledi Cyprinidae jsou hlavní součástí ichtyofauny Balkánského poloostrova a Řecka (ECONOMIDIS 1989; ECONOMIDIS 1991; KOTTELAT & FREYHOFF 2007). Tato čeleď je považována za čeleď s největším počtem druhů sladkovodních ryb (CRIVELLI et al. 1995). Tradičně je dělena do dvou taxonů – podčeleď Leuciscinae (zahrnující např. rody Alburnus, Leuciscus, Rutilus, Squalius, ad.) a podčeleď Cyprininae (zahrnující rody Cyprinus, Carassius, Barbus a Luciobarbus) (CHEN et al. 1984; ZARDOYA et al. 1999; ZARDOYA & DOADRIO 1999; KOTTELAT & FREYHOFF 2007). Vybranými skupinami ryb jsou podčeleď Leuciscinae – početně největší podčeleď evropských kaprovitých ryb (KOTTELAT & FREYHOFF 2007) a taxon Barbinae, zahrnující dva evropské podrody: Barbus a Luciobarbus (DOADRIO 1990; DOADRIO et al. 2002). Sladkovodní druhy ryb Leuciscinae a Barbinae, které jsou endemické pro středozemní oblast jižní Evropy jsou uvedeny v Tab. 1, pro Řecko a sousední státy v Tab. 2 (podle KOTTELAT & FREYHOF 2007; ECONOMOU et al. 2007; GILLES et al. 2010; PEREA et al. 2010; DUBUT et al. 2012; KOUTSIKOS et al. 2012; GEIGER et al. 2014; URL FROESE & PAULY 2014).

Tab. 1: Přehled 140 druhů sladkovodních ryb Leuciscinae a Barbinae, endemických pro jižní Evropu s uvedeným areálem jejich výskytu. Řád: Cypriniformes Čeleď: Cyprinidae Podčeleď: LEUCISCINAE Achondrostoma arcasii (Steindachner, 1866) Portugalsko, Španělsko Achondrostoma occidentale (Robalo, Almada, Sousa Santos, Moreira Portugalsko & Doadrio, 2005) Achondrostoma oligolepis (Robalo, Doadrio, Almada & Kottelat, Portugalsko 2005) Alburnoides devolli (Bogutskaya, Zupančič & Naseka, 2010) Albánie Alburnoides fangfangae (Bogutskaya, Zupančič & Naseka, 2010) Albánie Alburnoides ohridanus (Karaman, 1928) Albánie, Makedonie, Černá Hora Alburnoides prespensis (Karaman, 1924) Albánie, Makedonie, Řecko Alburnoides strymonicus (Chichkoff, 1940) Bulharsko, Řecko Alburnoides thessalicus (Stephanidis, 1950) Makedonie, Řecko Alburnoides tzanevi (Chichkoff, 1933) Bulharsko, Turecko (evropská část) Alburnus albidus (Costa, 1838) Itálie Alburnus arborella (Bonaparte, 1841) Chorvatsko, Itálie Alburnus belvica (Karaman, 1924) Albánie, Makedonie, Řecko Alburnus macedonicus (Karaman, 1928) Makedonie, Řecko Alburnus mandrensis (Drensky, 1943) Bulharsko Alburnus neretvae (Buj, Sanda & Perea, 2010) Bosna a Hercegovina, Chorvatsko Alburnus scoranza (Bonaparte, 1845) Albánie, Černá Hora, Makedonie Alburnus schischkovi (Drensky, 1943) Bulharsko, Turecko (evropská část) Alburnus thessalicus (Stephanidis, 1950) Bulharsko, Makedonie, Řecko Alburnus vistonicus (Freyhof & Kottelat, 2007) Řecko Alburnus volviticus (Freyhof & Kottelat, 2007) Řecko Anaecypris hispanica (Steindachner, 1866) Portugalsko, Španělsko Delminichthys adspersus (Heckel, 1843) Bosna a Hercegovina, Chorvatsko Delminichthys ghetaldii (Steindachner, 1882) Bosna a Hercegovina, Chorvatsko Delminichthys jadovensis (Zupančič & Bogutskaya, 2002) Chorvatsko Delminichthys krbavensis (Zupančič & Bogutskaya, 2002) Chorvatsko Chondrostoma knerii (Heckel, 1843) Bosna a Hercegovina, Chorvatsko Chondrostoma ohridana (Karaman, 1924) Albánie, Černá Hora, Makedonie, Řecko Chondrostoma phoxinus (Heckel, 1843) Bosna a Hercegovina, Chorvatsko Chondrostoma prespense (Karaman, 1924) Albánie, Makedonie, Řecko Chondrostoma soetta (Bonaparte, 1840) Itálie Chondrostoma vardarense (Karaman, 1928) Bulharsko, Makedonie, Řecko Iberocypris alburnoides (Steindachner, 1866) Portugalsko, Španělsko Iberocypris palaciosi (Doadrio, 1980) Španělsko Iberochondrostoma almacai (Coelho, Mesquita & Collares-Pereira, Portugalsko 2005) Iberochondrostoma lemmingii (Steindachner, 1866) Portugalsko, Španělsko Iberochondrostoma lusitanicum (Collares-Pereira, 1980) Portugalsko Iberochondrostoma oretanum (Doadrio & Carmona, 2003) Španělsko Pachychilon macedonicum (Steindachner, 1892) Makedonie, Řecko Pachychilon pictum (Heckel & Kner, 1858) Albánie, Černá Hora, Makedonie, Řecko Parachondrostoma arrigonis (Steindachner, 1866) Španělsko Parachondrostoma miegii (Steindachner, 1866) Španělsko Parachondrostoma toxostoma (Vallot, 1837) Francie

Parachondrostoma turiensis (Elvira, 1987) Španělsko Pelasgus epiroticus (Steindachner, 1896) Řecko Pelasgus laconicus (Kottelat & Barbieri, 2004) Řecko Pelasgus marathonicus (Vinciguerra, 1921) Řecko Pelasgus minutus (Karaman, 1924) Albánie, Černá Hora, Makedonie Pelasgus prespensis (Karaman, 1924) Albánie, Makedonie, Řecko Pelasgus stymphalicus (Valenciennes, 1844) Řecko Pelasgus thesproticus (Stephanidis, 1939) Albánie, Řecko Petroleuciscus borysthenicus (Kessler, 1859) Bulharsko, Řecko Phoxinellus alepidotus (Heckel, 1843) Bosna a Hercegovina Phoxinellus dalmaticus (Zupančič & Bogutskaya, 2000) Chorvatsko Phoxinellus pseudalepidotus (Bogutskaya & Zupančič, 2003) Bosna a Hercegovina Protochondrostoma genei (Bonaparte, 1839) Itálie Pseudochondrostoma duriense (Coelho, 1985) Portugalsko, Španělsko Pseudochondrostoma polylepis (Steindachner, 1865) Portugalsko, Španělsko Pseudochondrostoma willkommii (Steindachner, 1866) Portugalsko, Španělsko Rutilus albus (Marić, 2010) Černá Hora, Albánie Rutilus aula (Bonaparte, 1841) Chorvatsko, Itálie Rutilus basak (Heckel, 1843) Bosna a Hercegovina, Chorvatsko Rutilus karamani (Fowler, 1977) Albánie, Černá Hora, Makedonie Rutilus ohridanus (Karaman, 1924) Albánie, Černá Hora, Makedonie Rutilus panosi (Bogutskaya & Iliadou, 2006) Řecko Rutilus pigus (La Cepède, 1803) Itálie Rutilus prespensis (Karaman, 1924) Albánie, Makedonie, Řecko Rutilus rubilio (Bonaparte, 1837) Itálie Rutilus ylikiensis (Economidis, 1991) Řecko Scardinius acarnanicus (Economidis, 1991) Řecko Scardinius dergle (Heckel & Kner, 1858) Chorvatsko, Bosna a Hercegovina Scardinius graecus (Stephanidis, 1937) Řecko Scardinius hesperidicus (Bonaparte, 1845) Itálie Scardinius knezevici (Bianco & Kottelat, 2005) Albánie, Černá Hora, Makedonie Scardinius plotizza (Heckel & Kner, 1858) Bosna a Hercegovina, Chorvatsko Scardinius scardafa (Bonaparte, 1837) Itálie Squalius albus (Bonaparte, 1838) Itálie Squalius aradensis (Coelho, Bogutskaya, Rodrigues & Collares- Portugalsko Pereira, 1998) Squalius carolitertii (Doadrio, 1988) Portugalsko, Španělsko Squalius illyricus (Heckel & Kner, 1858) Chorvatsko Squalius janae (Bogutskaya & Zupančič, 2010) Chorvatsko, Slovinsko Squalius keadicus (Stephanidis, 1971) Řecko Squalius laietanus (Doadrio, Kottelat & Sostoa, 2007) Francie, Španělsko Squalius lucumonis (Bianco, 1983) Itálie Squalius microlepis (Heckel, 1843) Bosna a Hercegovina, Chorvatsko Squalius moreoticus (Stephanidis, 1971) Řecko Squalius orpheus (Kottelat & Economidis, 2006) Bulharsko, Řecko Squalius pamvoticus (Stephanidis, 1939) Řecko, Albánie Squalius peloponensis (Valenciennes, 1844) Řecko Squalius platyceps (Zupančič, Marić, Naseka & Bogutskaya, 2010) Albánie, Černá Hora, Makedonie Squalius prespensis (Fowler, 1977) Albánie, Makedonie, Řecko Squalius pyrenaicus (Günther, 1868) Portugalsko, Španělsko Itálie, Chorvatsko, Bosna a Herzegovina, Squalius squalus (Bonaparte, 1837) Slovinsko

Squalius svallize (Heckel & Kner, 1858) Bosna a Hercegovina, Chorvatsko Squalius tenellus (Heckel, 1843) Bosna a Hercegovina Squalius torgalensis (Coelho, Bogutskaya, Rodrigues & Collares- Portugalsko Pereira, 1998) Squalius valentinus (Doadrio & Carmona, 2006) Španělsko Squalius vardarensis (Karaman, 1928) Makedonie, Řecko Squalius zrmanjae (Karaman, 1928) Chorvatsko Telestes alfiensis (Stephanidis, 1971) Řecko Telestes beoticus (Stephanidis, 1939) Řecko Telestes croaticus (Steindachner, 1866) Chorvatsko Telestes dabar (Bogutskaya, Zupančič, Bogut & Naseka, 2012) Bosna a Hercegovina Telestes fontinalis (Karaman, 1972) Chorvatsko Telestes karsticus (Marčić & Mrakovčić, 2012) Chorvatsko Tele stes metohiensis (Steindachner, 1901) Bosna a Hercegovina Telestes miloradi (Bogutskaya, Zupančič, Bogut & Naseka, 2012) Chorvatsko Telestes montenigrinus (Vuković, 1963) Albánie, Černá Hora Telestes muticellus (Bonaparte, 1837) Itálie Telestes pleurobipunctatus (Stephanidis, 1939) Albánie, Řecko Telestes polylepis (Steindachner, 1866) Chorvatsko Telestes ukliva (Heckel, 1843) Chorvatsko Tropidophoxinellus hellenicus (Stephanidis, 1939) Řecko Tropidophoxinellus spartiacus (Schmidt-Ries, 1943) Řecko Vimba melanops (Heckel, 1837) Bulharsko, Makedonie, Řecko Podčeleď: Cyprininae taxon BARBINAE Aulopyge huegelii (Heckel, 1842) Bosna a Hercegovina, Chorvatsko Barbus bergi (Chichkoff, 1935) Bulharsko Barbus caninus (Bonaparte, 1839) Itálie Barbus cyclolepis (Heckel, 1837) Bulharsko, Řecko, Turecko (evropská část) Barbus euboicus (Stephanidis, 1950) Řecko Barbus haasi (Mertens, 1924) Španělsko Barbus macedonicus (Karaman, 1928) Makedonie, Řecko Barbus meridionalis (Risso, 1827) Francie, Španělsko Barbus peloponnesius (Valenciennes, 1842) Řecko Barbus plebejus (Bonaparte, 1839) Chorvatsko, Itálie Barbus prespensis (Karaman, 1924) Albánie, Makedonie, Řecko Barbus rebeli (Koller, 1926) Albánie Barbus sp. Albánie, Černá Hora, Makedonie Barbus sperchiensis (Stephanidis, 1950) Řecko Barbus strumicae (Karaman, 1955) Bulharsko, Makedonie, Řecko Barbus tyberinus (Bonaparte, 1839) Itálie Luciobarbus albanicus (Steindachner, 1870) Řecko Luciobarbus bocagei (Steindachner, 1865) Portugalsko, Španělsko Luciobarbus comizo (Steindachner, 1865) Portugalsko, Španělsko Luciobarbus graecus (Steindachner, 1896) Řecko Luciobarbus graellsii (Steindachner, 1866) Španělsko Luciobarbus guiraonis (Steindachner, 1866) Španělsko Luciobarbus microcephalus (Almaça, 1967) Portugalsko, Španělsko Luciobarbus sclateri (Günther, 1868) Portugalsko, Španělsko Luciobarbus steindachneri (Almaça, 1967) Portugalsko, Španělsko

Tab. 2: Přehled 47 dru hů ryb Leuciscinae a Barbinae, endemických pro Řecko a sousední státy s 31 druhy (tučně označenými), které byly odloveny během expedice v červenci 2014 a kterých se bude týkat následný výzkum. LEUCISCINA E BARBINAE Alburnoides prespens is Barbus cyclolep is Alburnoides strymonicus Barbus euboicus Alburnoides thessalicus Barbus macedonicus Alburnus belvica Barbus peloponnesius Alburnus macedonicus Barbus prespensis Alburnus thessalicus Barbus sperchiensis Alburnus vistonicus Barbus strumicae Alburnus volviticus Luciobarbus albanicus Chondrostoma ohridana Luciobarbus graecus Chondrostoma prespense Chondrostoma vardarense Pachychilon m acedonicum Pachychilon pictum Pelasgus epirotic us Pelasgus laconicus Pelasgus marathonicus Pelasgus prespensis Pelasgus stymphalicus Pelasgus thesproti cus Petroleuciscus borysthenicus Rutilus panosi Rutilus prespensis Rutilus ylikiensis Scardinius acarnanicus Scardinius graecus Squalius keadicus Squalius moreoticus Squalius orpheus Squalius pamvoticus Squalius peloponensis Squalius prespensis Squalis vardarensis Telestes alfiensis Telestes beoticus Telestes pleurobipunctatus Tropidophoxinellus hellenicus Tropidophoxinellus spartiacus Vimba melanops

Na sledovaném území se vyskytuje řada druhů sladkovodních ryb Leuciscinae a Barbinae vyskytujících se i na území střední Evropy a dalších oblastí. Tyto druhy ryb nejsou v tabulce uvedeny, jelikož se tato práce zaměřuje pouze na druhy endemické. Dále je zapotřebí také vzít v úvahu to, že v evropské části mediteránu (Středomoří) se vyskytuje několik populací, které jsou považovány za nepopsané druhy, např. Rutilus sp. Sperchios nebo Squalius sp. Evia v řeckých povodích (KOTTELAT & FREYHOF 2007), a pro uznání těchto taxonů za platné je zapotřebí dalších studií a analýz.

5.2. Cizopasníci endemických sladkovodních ryb v Řecku

Literatura týkající se ichtyoparazitofauny endemických sladkovodních druhů ryb v Řecku je velmi chudá. Cizopasníci byli v dané oblasti doposud studováni pouze sporadicky a údaje o jejich výskytu na vybraných hostitelích jsou pouze ojedinělé. U Barbus cyclolepis byl zaznamenán druh Dactylogyrus dyki (Ergens & Lucky, 1959) v jezeře Prespa v Řecku (CRIVELLI et al. 1996) a v řece Struma v Bulharsku (ŠIMKOVÁ et al. 2007). D. dyki byl nalezen i u B. peloponnesius odloveného z řeckého jezera Prespa (CRIVELLI et al. 1996). U B. peloponneisus byl v Srbsku nalezen Dactylogyrus carpathic us (Zakhvatkin, 1951), Paradiplozoon tisae (Khotenovsky, 1982), Diplostomum sp. (Nordmann, 1832), Ichthyocotylurus sp. (Odenin, 1969), Bothriocephalus acheilognathi (Yamaguti, 1934), Philometroides cyprini (Ishii, 1931) a Lamproglena pulchella (Nordmann, 1832) (KISKAROLY & TAFRO 1988; CAKIC 1992). V jezeře Mikri Prespa (Řecko) byli u B. prespensis nalezeni cizopasníci Dactylogyrus balkanicus (Dupont & Lambert, 1987), D. crivellius (Dupont & Lambert, 1987) a D. prespensis (Dupont & Lambert, 1987) (PUGACHEV et al. 2010). U P. pictum byli zjištěni Dactylgyrus ivanovichi (Ergens, 1970), D. martinovici (Ergens, 1970), D. petkovici (Ergens, 1970), D. rosickyi (Ergens, 1970), D. sekulovici (Ergens, 1970) a Gyrodactylus prostae (Ergens, 1963) v jezeře Skadar (Černá Hora) (ERGENS 1970; PUGACHEV et al. 2010).

5.3. Parazitofauna vybraných modelových druhů střední Evropy

Střední Evropa je oproti tomu velmi dobře prostudovanou lokalitou, o které existují bohaté a kvalitní informace týkající se parazitofauny sladkovodních ryb Leuciscinae a Barbinae. Z tohoto důvodu byl vypracován přehled 221 cizopasníků 20 druhů ryb blízce příbuzných vybraným taxonům vyskytujících se ve střední Evropě. Modelové druhy ryb jsou reprezentovány těmito zástupci Leuciscinae: Abramis ballerus (Linnaeus, 1758), Abramis brama (Linnaeus, 1758), Abramis sapa (Pallas, 1814), Alburnoides bipunctatus (Bloch, 1782), Alburnus alburnus (Linnaeus, 1758), Aspius aspius (Linnaeus, 1758), Blicca bjoerkna (Linnaeus, 1758), Chondrostoma nasus (Linnaeus, 1758), Leucaspius delineatus (Heckel, 1843), Leuciscus cephalus (Linnaeus, 1758), Leciscus idus (Linnaeus, 1758), Leuciscus leuciscus (Linnaeus, 1758), Pelecus cultratus (Linnaeus, 1758), Phoxinus phoxinus (Linnaeus, 1758), Rutilus rutilus (Linnaeus, 1758), Rutilus pigus (Lacépède, 1803), Scardinius erythrophthalmus (Linnaeus, 1758) a Vimba vimba (Linnaeus, 1758) a Barbinae: Barbus barbus (Linnaeus, 1758) a Barbus petenyi (Heckel, 1852) (MORAVEC 2001). Vzhledem k rozsáhlosti tabulky nejsou uvedeni autoři a rok popisu, pro detailní údaje viz MORAVEC 2001. (Tab. 3)

Tab. 3: Přehled 221 cizopasníků modelových druhů sladkovodních ryb Leuciscinae a Barbinae (podle MORAVEC 2001) ve střední Evropě.

Použité značky: ● = zaznamenána přítomnost parazita; ○ = náhodný či sporný výskyt parazita; - = přítomnost parazita nezjištěna

s s s s h

i s t s

u s u u u s

u a y

t u t h u c a u n s u r t s b n l i s a a i s p p e u

t a

i e u r x l a . p . t o m t t a d c e c l i s o l r i n u S. e s L m A n n

u a

v l a r h pigus u h . i p .

brama e

u t b barbus l

. a c . . . p

l h

. L. .

bjoerkna alburnus A cephalus

y .

p e ...... V . A i R A r B C B d R A L P B b A L P e MONOGENEA Dactylogyrus alatus - - - - ● - - - ● - ● ------Dactylogyrus anchoratus ------● ------Dactylogyrus auriculatus - ● - - - - ○ ------Dactylogyrus borealis ------● - - - ● - - - - Dactylogyrus carpathicus ------● ● ------Dactylogyrus chondrostomi ------● ------Dactylogyrus chranilowi ● ● ------Dactylogyrus cordus - ● ------● - ● ------Dactylogyrus cornoides - - ● - - - - - ● ------● Dactylogyrus cornu ● ● - - - ● - - ● - - ● - - - - - ● - ● Dactylogyrus crucifer - ● - - ● - - - ● - - ○ ● ● - - ● ● ● - Dactylogyrus difformis ------● - - ● - - - - - ○ ● - Dactylogyrus difformoides ------● - Dactylogyrus dirigeus ------● ------Dactylogyrus distinguendus ------● ------● Dactylogyrus dyki ------● ● ------Dactylogyrus ergensi ------● ------Dactylogyrus falcatus - ● ------● ------Dactylogyrus fallax - - - - ● ------● - ● - - - ● - - Dactylogyrus folkmanovae ------● - - - - - ● - - Dactylogyrus fraternus - - - - ● - - - - - ● ------Dactylogyrus haplogonoides ------● Dactylogyrus izjumovae ------● -

Dactylogyrus macracanthus ------○ - - Dactylogyrus malaeus ------● ● ------Dactylogyrus micracanthus ------● - - - - - ● ● - Dactylogyrus minor - - - - ● ------Dactylogyrus nanoides ------● ------Dactylogyrus nanus - - - - ● - - - ● - - ● - - - - - ● - - Dactylogyrus navicularis ------● ------Dactylogyrus naviculoides ------● ------Dactylogyrus nybelini ------● ------Dactylogyrus parvus - - - - ● ------Dactylogyrus petenyi ------● ------Dactylogyrus propinquus - ● ● ------Dactylogyrus prostae ------● ------Dactylogyrus rarissimus ------● - - Dactylogyrus rutili ------● - - - - - ● - - Dactylogyrus similis - - - - ● ● - - ● ● - ● ● ● - - - ● - ● Dactylogyrus simplicimallaeata ------● - - - - - Dactylogyrus sphyrna - ● ------● ● - ● ● ● - - - ● ● ● Dactylogyrus suecicus - ● ------● - - Dactylogyrus tissensis - - - ● ● ------Dactylogyrus tuba - - - - - ● - - - - - ● ● ● - - - - - ● Dactylogyrus vastator ------○ ------○ Dactylogyrus vistulae - - - ● ● - - - ● ● - ● - ● - - ● ● ● ● Dactylogyrus vranoviensis ------● ------Dactylogyrus wunderi - ● ● - - - - - ● ------Dactylogyrus yinwenyingae ------● - Dactylogyrus zandti - ● ------● ------● - - Dactylogyrus sp. - ● - ● - - - - ● ● - ● ● - - - - ● ● - Pellucidhaptor merus ------● - - - - Tetraonchus monenteron ------● - ● - ● - - - ● ● - Gyrodactylus aphyae ------● - - - - Gyrodactylus barbi ------● ------

Gyrodactylus carassii - - - - ● - - - ● - ● ● - ● - ● - ● ● - Gyrodactylus cyprini - ● ------Gyrodactylus elegans ● ● ● ------● - ● Gyrodactylus gasterostei ------● ------Gyrodactylus glaeseri - - - - ● ------Gyrodactylus gracilihamatus - - - ● ● ------● - - - - - ● - - Gyrodactylus hemibarbi ------● - - - - ● ------Gyrodactylus hronosus - - - ● ● ------Gyrodactylus katharineri ------● ------Gyrodactylus kearni ------● ------Gyrodactylus laevis ● ● - - ● - - - ● - ● ● - - - ● - ● ● - Gyrodactylus lamberti ------● ------Gyrodactylus leucisci ------● - ● ------Gyrodactylus limneus ------● - - - - Gyrodactylus lomi ------● ------Gyrodactylus macrocornis ------● ------Gyrodactylus macronychus ------● - - - - Gyrodactylus magnificus ------● - - Gyrodactylus malmbergi ------● ● ------Gyrodactylus markewitschi ------● ● ------Gyrodactylus medius - ○ ------Gyrodactylus minimus ------● - - - - Gyrodactylus osoblahensis ------● - ● ------Gyrodactylus pannonicus ------○ ------● - - - - Gyrodactylus paraminimus ------● ------Gyrodactylus prostae ● ● ------● - ● ● ● ● - - - ● - ● Gyrodactylus rutilensis ------● - - Gyrodactylus scardiniensis ------● ------Gyrodactylus vimbi - ● ● - ● - - ● ● - - ● - ● - - ● ● ● ● Gyrodactylus sp. - ● - - - ● ● - - ● ● ● - - ● - - ● - ● Gyrodactylus gracilis (nomen dubium) - ● ------Gyrodactylus nemachili ------○ - - - -

Diplozoon paradoxum ● ● ● ● ● ● ● ● ● ● - ● ● ● ○ ● ● ● ● ● Diplozoon sp. ● - ● - ● - ● - ● - - ● - - ● ● - - - ● Paradiplozoon alburni - - - - ● ------Paradiplozoon bliccae - ● ------● - - ● ------● - Paradiplozoon ergensi ------● ------Paradiplozoon homoion - ● - ● ● - ● - ● - ● ● - ● - - ● ● ● - Paradiplozoon megan ------● ● ------Paradiplozoon nagibinae ● ------Paradiplozoon pavlovskii - - - - - ● ------Paradiplozoon rutili ------● ------Paradiplozoon sapae - - ● ------Paradiplozoon tisae ------● ------Paradiplozoon vojteki - - - - - ● ------● - - - - - Paradiplozoon sp. - - - - ● - - - - ● - ● ------Octomacrum europaeum - - - ● ------CESTODA Cyathocephalus truncatus ------○ ------Caryophyllaeides fennica - ● ● - ● ● ● - ● ● - ● ● ● - - ● ● ● ● Archigetes sieboldi - ● ------● ------Caryophyllaeus brachycollis ------● ● - - - ● ● - - - ● ● - - Caryophyllaeus fimbriceps - ○ - - ● ------○ - - - ● - - Caryophyllaeus laticeps - ● ● ● ● ● ● ● ● ● - ● ● ● - - ● ● ● ● Caryophyllaeus sp. - ● - - ● - - - ● - - ● ● ● - - - ● ● - Paracaryophyllaeus gotoi ------● - - - - Caryophyllaeidae gen. sp. - - ● - ● ------● ------● - Bothriocephalus acheilognathi ------● ------Bathybothrium rectangulum ------● ● - - - ○ ------Triaenophorus crassus - - - - - ● ------Triaenophorus nodulosus ------○ ------Proteocephalus torulosus ● ● ● ● ● ● ● ● ● ● - ● ● ● - - - ● ● - Proteocephalus sp. - - - - - ● - - - - - ● ------Triaenophorus nodulosus larv. - - ● ------● ------

Ligula intestinalis larv. - ● ● - ● - - - ● - - ● - ● - - ● ● ● - Neogryporhynchus cheilancristotus larv. ● - - - ● - - - ● - ● ------● - Valipora campylancristrota larv. ------● - TREMATODA Bucephalus polymorphus - - ● ------Rhipidocotyle campanula - - ● - ● ------● - - Sanguinicola armata ------● ------Sanguinicola inermis ------● - Sanguinicola sp. ------● ------Asymphylodora imitans ● ● ● - - - - - ● - - ● ------● - Asymphylodora kubanicum ------● - Asymphylodora markewitschi ------● - - ● ------● - Asymphylodora tincae ------● - - Palaeorchis incognitus ● ● ● - - - - - ● - - ● ● ● - - ● ● ● ● Palaeorchis unicus ● ------● ------Phyllodistomum dogieli - - - - ● ------● ------● Phyllodistomum elongatum ● ● ● - ● ● - - ● - - ● - - - - - ● ● ● Phyllodistomum folium ● ● ● - ● - - - ● - ● ● - - - - - ● ● - Phyllodistomum sp. - - - - ● ------Allocreadium dogieli ------● ------Allocreadium isoporum - - - ● ● - ● ● - ● - ● - ● - ● - ● - - Allocreadium markewitschi ------● - - - - - ○ - - - - Allocreadium papilligerum ------● - - - - Allocreadium sp. ------● - - - ● - - - - Nicolla skrjabini ● ● ● ● ● ● ● ● - ● - ● ● ● ● - ● - ● ● Plagioporus sp. ------● Sphaerostomum bramae - ● - - ● ● - - ● - - ● - ● - - - ● - ● Sphareostomum globiporum ● ● - - - ● - - ● - - ● ● ● - - - ● ● ● Bucephalus polymorphus larv. ● ● - - ● - - - ● - - ● - - ● - - ● ● - Rhipidocotyle campanula larv. - ● ● - ● ● - ● ● ● ● ● ● ● - ● - ● ● ● Diplostomum spathaecum larv. ● ● ● ● ● ● ● - ● ● ● ● ● ● ● ● ● ● ● ● Diplostomum sp. larv. ● ● ● ● ● ● ● ● ● ● ● ● ● ● ● ● ● ● ● ●

Tylodelphys clavata larv. ● ● ● ● ● ● ● - ● ● ● ● ● ● - ● ● ● ● ● Hysteromorpha triloba larv. ● ● ● - - - - - ● ------● - - Posthodiplostomum brevicaudatum larv. - ● ------Posthodiplostomum cuticola larv. ● ● ● - ● ● ● - ● ● ● ● ● ● ● ● ● ● ● ● Apharyngostrigea cornu larv. - ● ● - - - - - ● - - ● ● - - - - ● ● ● Ichthyocotylurus pileatus larv. ● ● - - - ● - - ● ● ● ● ● - - - - ● ● ● Ichthyocotylurus platycephalus larv. - - ● ------Apatemon cobitidis larv. ------○ - - - - Mesostephanus appendiculatus larv. - ● ------Paracoenogonimus ovatus larv. ● ● ● ● ● ● ● - ● ● ● ● ● ● ● ● ● ● ● ● Prohemistomum sp.larv. ------● ------Clinostomum complanatum larv. ------● - Metorchis xanthosomus larv. ------● - - - - Apophallus donicus larv. - - - ● ● ------● ------Apophallus muehlingi larv. ● ● ● ● ● ● - - ● ● ● ● ● ● - - ● ● ● ● Metagonimus yokogawai larv. ● ● ● ● ● ● ● ● ● ● ● ● ● ● ● ● ● ● ● ● NEMATODA Pseudocapillaria tomentosa - - - ● ● - ● - - - - ● - ● - ● - ● - - Schulmanela petruschewskii - ● ------● - - ● ------Raphidascaris acus ------● ------Paraquimperia tenerrima - - - - - ○ - - - - - ○ ------Cucullanus dogieli - ● ● - ● ● - - ● - - ● - - - - ● ● - - Camallanus lacustris ------● - - ● - - - - - Camallanus truncatus - ● - - - ● ------Molnaria intestinalis - ● ------● ------● - Skrjabillanus scardinii ------● - Philometra abdominalis ------● - ● - ● - - - - Philometra kotlani - - - - - ● ------Philometra ovata ● ● - - - ● - - ● - - ○ - ○ - ○ - ● - ● Philometra rischta - ● - - ● ● - - ● ● - - ● ● - - - ● - - Philometroides sanguinea ------○ ------Rhabdochona denudata - ● - ● ● ● ○ ○ ● - - ● - ● ● ○ - ● - -

Rhabdochona hellichi ------● ● - - - ○ ------Rhabdochona phoxini ------● - - - - Cystidicoloides ephemeridarum ------○ - - - - Oswaldocruzia filiformis ------○ ------Contracaecum sp. larv. ------● - - Raphidascaris acus larv. - ● - - ● ● ● - ● - - ● - ● - ● - ● ● - Spiroxys contortus larv. ------● ------Philometra obturans larv. ------● - Philometra sp. larv. ------● ------Cystidicoloides ephemeridarum larv. ------● ------Streptocara crassicauda larv. ------● - ● ● - Nematoda gen.sp.larv. - - - - - ● ------ACANTHOCEPHALA Neoechinorhynchus rutili - ● - ● - ● ● - ● ● ● ● ● - - ● ● ● ● - Acanthocephalus anguillae ● ● ● ● ● ● ● ● ● ● - ● ● ● ● ● ● ● ● ● Acanthocephalus lucii - ● - - - - ● - ● - - ● ● ● - - - ● - ● Echinorhynchus truttae ------● ------Pomporhynchus laevis ● ● ● ● ● ● ● ● ● ● ● ● ● ● ● ● ● ● ● ● HIRUDINEA Piscicola geometra ● ● ● - - ● ● ● ● ● ● ● ● - - ● - ● ● ● Piscicola respirans - - - - - ● ● ● - ● - - ● ------Hemiclepsis marginata - ● - - - - ● ------● ● - BIVALVIA Anodonta cygnea larv. ------● - ● - ● - - - - Anodonta sp. glochidia ------● - ● - - - - - ● ● - Unio sp. glochidia - ● - ● - - ● - ● - - ● - ● - - - ● ● - Glochidium gen. sp. - ● ● ● ● ● ● - ● - - ● ● ● - ● - ● ● - COPEPODA Ergasilus briani - ● - ● ● ------● - ● - - - ● Ergasilus nasus ------● - - ● ------Ergasilus sieboldi ● ● - - ● ● ● - ● ● - ● ● ● - - ● ● ● ● Ergasilus sp. - ● ------● - - - - ● ● -

Neoergasilus japonicus - - - - ● - - - ● - - ● ------● - Paraergasilus rylovi ● ● - - ● - - - ● - - ● - - ● - - - ● - Lamproglena pulchella - ● - - ● ● - - - ● - ● ● ● - - ● ● ● - Lernaea cyprinacea ------● - - - - ● - - - - - ● ● - Lernaea esocina ------● - - - - Tracheliastes chondrostomi ------● ------Tracheliastes maculatus - ● ------● - ● - - - - - ● - - Tracheliastes polycolpus ------● - - ● - ● - - - ● - - - - BRANCHIURA Argulus coregoni - ● - - ● ● ● - ● ● - ● ● ● - ● - - ● ● Argulus foliaceus - ● - - ● - ● - ● ● - ● ● - - - - ● ● - Argulus japonicus - ● - - - - ● - - - - ● - - - - - ● ● - Argulus sp. ------● - ACARI Hydrozetes lacustris ------● - ● ------

Uvedený přehled je sjednocením záznamů výskytu parazitů v období od roku 1873 do roku 2000, získaných z mnoha vědeckých publikací (MORAVEC 2001). Tabulka má sloužit především k rychlé orientaci při získávání informací o výskytu cizopasníků na hostitelích Leuciscinae a Barbinae a rovněž k usnadnění vyhledávání dat ke srovnávacím studiím druhové bohatosti parazitů vybraných druhů ryb.

Nejvíce zastoupenými parazity Monogenea, cizopasícími na modelových rybách, jsou Dactylogyrus vistulae (parazituje 10 druhů modelových ryb), D. similis (9), D. sphyrna (9), D. crucifer (8), Dactylogyrus sp. (8), D. cornu (7), Gyrodactylus vimbi (11), G. laevis (9), G. prostae (9), Gyrodactylus sp. (9), G. carassii (8), Diplozoon paradoxum (18), dále Paradiplozoon homoion (11) a Diplozoon sp. (9). V případě Cestoda mají největší zastoupení druhy Caryophyllaeus laticeps (16), Proteocephalus torulosus (15), Caryophyllaeides fennica (14), larvální stádium Ligula intestinalis larv. (9) a Caryophyllaeus sp. (8). Zástupci Trematoda se nejčastěji vyskytují na modelových rybách v podobě larválních stádií – nejpočetnějšími jsou Metagonimus yokogawai (20), Diplostomum sp. (20), Paracoenogonimus ovatus (19), Diplostomum spathaecum (19), Tylodelphys clavata (18), Posthodiplostomum cuticola (18), Apophallus muehlingi (15), Rhipidocotyle campanula (15) a dospělí jedinci Nicolla skrjabini (16). Z Nematoda se nejvíce vyskytovaly druhy Raphidascaris acus – larvální stádia (10), Rhabdochona denudata (9), Philometra rischta (8), Cucullanus dogieli (8) a Pseudocapillaria tomentosa (7). Největší zastoupení parazitů Acanthocephala má Pomporhynchus laevis (20), Acanthocephalus anguillae (19), Neoechinorhynchus rutili (13), z Hirudinea se často vyskytuje Piscicola geometra (15), z Copepoda Ergasilus sieboldi (14) a Lamproglena pulchella (10) a z Branchiura Argulus coregoni (12) a Argulus foliaceus (9). Velmi často se na vybraných rybách vyskytují glochidia nepopsaných druhů (13), a glochidia druhu Unio sp. (8). Z Acari byl u L. cephalus a Ch. nasus zaznamenán druh Hydrozetes lacustris. Pozn.: Do uvedených počtů druhů modelových ryb, které daný druh cizopasníka parazituje, nebyl započítán náhodný či sporný výskyt parazitů na hostitelích.

Ze skupin cizopasníků, parazitujících vybrané druhy ryb, jsou Monogenea počtem zástupců druhou největší skupinou (280 zaznamenaných druhů). Nejvyšší druhovou bohatost zástupců Monogenea mají L. cephalus (42 druhů Monogenea), R. rutilus (26), A. brama (22), B. bjoerkna (22) a A. alburnus (21). Výrazně menší druhovou bohatost zástupců Monogenea mají R. pigus (5) a P. cultratus (4). Cestoda je třetí nejpočetnější skupina (91). V počtu druhů parazitů Cestoda nejsou výrazné rozdíly, ale o něco vyšší druhová bohatost zástupců je u L. cephalus (9), A. alburnus (8) a S. erythrophthalmus (8). Pouze 1 zástupce Cestoda byl zaznamenán u L. delineatus a P. phoxinus a vůbec žádný nebyl nalezen u P. cultratus. Skupinou s nejvyšším počtem zástupců, parazitujících na vybraných druzích ryb, jsou Trematoda (289). Nejvyšší druhovou bohatost zástupců Trematoda mají L. cephalus (22), A. brama (21), S. erythrophthalmus (21), B. bjoerkna (20) a R. rutilus (20). Nejnižší pak byla zaznamenána u P. cultratus (7) a B. petenyi (5). Z Nematoda (76) je nejvíce druhů parazitů u L. cephalus (9), A. brama (8), A. aspius (8) a R. rutilus (8). Pouze 1 druh Nematoda se vyskytuje u A. ballerus, A. sapa, B. petenyi, Ch. nasus, R. pigus, V. vimba a žádný u L. delineatus. U Copepoda (61) vyniká svým počtem zástupců parazitů této skupiny L. cephalus (8), žádný z Copepoda nebyl zaznamenán u A. sapa a L. delineatus. U ostatních skupin nejsou příliš velké rozdíly, obvykle však dominují druhovou bohatostí parazitů druhy ryb s největší celkovou druhovou bohatostí parazitů – L. cephalus (104), R. rutilus (77), A. brama (74), B. bjoerkna (68), S. erythrophthalmus (68). Naopak nejnižší množství různých druhů parazitů mají R. pigus (24), L. delineatus (22), B. petenyi (22) a P. cultratus (16). Graf. 1 poskytuje přehled o druhové bohatosti jednotlivých skupin cizopasníků modelových druhů ryb.

Graf 1: Druhová bohatost cizopasníků modelových druhů ryb Leuciscinae a Barbinae ve střední Evropě (zpracováno podle MORAVEC 2001).

Druhová bohatost parazitů je ovlivněna především velikostí těla hostitele a jeho geografickou oblastí výskytu (POULIN 2007). Hostitelé větších rozměrů poskytují více prostoru, větší plochu pro uchycení parazita a více zdrojů pro parazity (PRICE & CLANCY 1983; SASAL et al. 1997), tudíž jsou napadeni cizopasníky mnohem častěji než hostitelé menších velikostí (POULIN 2007). Hostitelé s větším areálem výskytu jsou podle GREGORY 1990 parazitováni širším druhovým spektrem cizopasníků než hostitelé s areálem omezeným, což může být dáno tím, že čím je geografické rozšíření hostitele větší, tím je větší šance na setkání se s více druhy parazitů. Velký vliv na druhovou bohatost parazitů může mít i typ lokality, kde se hostitel vyskytuje (POULIN & MORAND 2000), typ potravy či metabolismus hostitele a především je ovlivněna fylogenetickou historií (PRICE & CLANCY 1983; GREGORY et al. 1990; POULIN 2007).

Na Obr 23. jsou znázorněny velikosti areálu výskytu modelových druhů ryb. Synonyma: Aspius aspius (syn. Leuciscus aspius), Ballerus ballerus (syn. Abramis ballerus), Ballerus sapa (syn. Abramis sapa), Squalius cephalus (syn. Leuciscus cephalus) (URL FROESE & PAULY 2014). Červeně je vyznačeno původní rozšíření druhu, zeleně oblast, kam byl daný druh zavlečen nebo je zde invazně.

Obr 23. Rozšíření jednotlivých modelových druhů ryb Leuciscinae a Barbinae (upraveno podle KOTTELAT & FREYHOF 2007).

Porovnáme-li dle Obr. 3 areály výskytu druhů ryb s vysokou druhovou bohatostí (L. cephalus, R. rutilus, A. brama, B. bjoerkna, S. erythrophthalmus) a areály výskytu druhů ryb s nízkou druhovou bohatostí (R. pigus, L. delineatus, B. petenyi a P. cultratus), dalo by se říci, že hostitelé, kteří jsou napadeni větším spektrem druhů cizopasníků, mají větší areál výskytu a hostitelé s chudší parazitofaunou mají areál výskytu menší. Výjimku v tomto případě tvoří Leucaspius delineatus, který má nízkou druhovou bohatost parazitů a jeho areál výskytu je obrovský. Je možné, že v tomto případě hraje roli zmíněná velikost hostitele. Leucaspius delineatus dosahuje totiž standartní délky 90 mm (KOTTELAT & FREYHOF 2007), což je oproti ostatním druhům s nízkou diverzitou parazitů výrazně méně (P. cultratus 500 mm, R. pigus 450 mm a B. petenyi 250 mm standartní délky – KOTTELAT & FREYHOF 2007). Pro potvrzení tohoto trendu by však bylo samozřejmě nutné mít k dispozici přesnější data a provést rozsáhlejší studii o vztahu mezi velikostí areálu rozšíření těchto druhů ryb, jejich rozměrů a druhové bohatosti jejich cizopasníků.

Nicméně podle GREGORY 1990 a POULIN 2007 hostitelé s menším areálem výskytu jsou opravdu parazitováni větším spektrem druhů cizopasníků. EL GHARBI et al. 1992 popsal druhy rodu Dactylogyrus parazitujících na hostitelských Barbinae z Iberijského poloostrova a konstatoval, že endemismus parazitických druhů koresponduje s endemismem hostitelských druhů. Je tedy dost možné, že se na endemických druzích ryb v Řecku najde řada endemických druhů parazitů, stejně jako je i pravděpodobné, že budou zaznamenáni i cizopasníci vyskytující se na řadě druhů sladkovodních ryb střední Evropy a jiných oblastí.

6. Závěr

• Byl sestaven přehled zahrnující 140 endemických druhů sladkovodních ryb Leuciscinae a Barbinae, vyskytujících se na území jižní Evropy.

• Byl sestaven přehled zahrnující 47 endemických druhů sladkovodních ryb Leuciscinae a Barbinae, vyskytujících se na území Řecka a sousedních států. V tomto přehledu bylo vyznačeno 31 druhů, které byly odloveny během expedice v červenci 2014 a kterých se bude týkat následný výzkum cizopasníků.

• V práci je uvedeno 17 druhů cizopasníků determinovaných na hostitelích Leuciscinae a Barbinae, vyskytujících se na území Řecka.

• Byl vytvořen přehled 221 druhů cizopasníků na modelových druzích hostitelů, vyskytujících se na území střední Evropy.

• Uvedené laboratorní metody a přístupy, vycházející ze základní terminologie studia parazitů, budou použity pro následný výzkum cizopasníků endemických sladkovodních druhů ryb Leuciscinae a Barbinae v Řecku.

7. Literatura

BANARESCU P. 1989: Zoogeography and history of the freshwater fish fauna of Europe. In: HOLCIK J. (ed.): The Freshwater Fishes of Europe 1. Aula-Verlag, Wiesbaden, pp. 88–107.

BEDNÁŘ R., DUBSKÝ K., DVOŘÁK V., KAŠE J., NUSL P. & POUPĚ J. 2013: Lov ryb elektrickým agregátem. 2. vyd. Český rybářský svaz, Praha, pp. 136.

BEGON M., HARPER J. L. & TOWNSEND C. R. 1997: Ekologie: jedinci, populace a společenstva. Vydavatelství Univerzity Palackého, Olomouc, pp. 949.

BIANCO P. 1990: Potential role of the paleohistory of the Mediterranean and Paratethys basins on the early dispersal of Euro-Mediterranean freshwater fishes. Ichthyological Exploration of Freshwaters 1: 167-184.

BIANCO P. G. 1995: Mediterranean Endemic Freshwater Fishes of Italy. Biological Conservation 72: 159-170.

BLAŽEK R., JARKOVSKÝ J., KOUBKOVÁ B. & GELNAR M. 2008: Seasonal variation in parasite occurrence and microhabitat distribution of monogenean parasites of gudgeon Gobio gobio (L.). Helmithologia 45(4): 158-191.

BOBORI D. C. & ECONOMIDIS P. S. 2007: Freshwater fish of Greece: Their biodiversity, fisheries and habitats. Aquatic Ecosystem Health & Management 9: 407–418.

BOHLIN T., HAMRIN S., HEGGBERGET T. G., RASMUSSEN G. & SALTVEIT S. J. 1989: Electrofishing - theory and practice with special emphasis on salmonids. Hydrobiologia 173: 9–43.

BRAY R. A; GIBSON D. I. & JONES A. (eds.) 2008: Keys to the Trematoda, Vol. 3. CABI Publishing, Wallingford & The Natural History Museum, London, pp. 824.

BUSH A. O., LAFFERTY K. D., LOTZ J. M. & SHOSTAK A. W. 1997: Parasitology meets ecology on its own terms: Margolis et al. revisited. Journal of Parasitology 83(4): 575-583.

CAKIC P. 1992: Paraziti riba u vodama Sjeničko-pesterske visoravni i mogucnosti njihovog suzbijanja. Dissertation thesis, University of Belgrade, Belgrade, pp. 1–277.

CRIVELLI A. J. 1995: Are fish introductions a threat to endemic freshwater fishes in the Northern Mediterranean region? Biological Conservation 72: 311-319.

CRIVELLI A. J., MALAKOU M. CATSADORAKIS G. & ROSECCHI R. 1996: The Prespa barbel, Barbus prespensis, a fish species endemic to prespa lakes (North- Western Greece). Folia Zoologova 45(1): 21-32.

DÁVIDOVÁ M., ONDRAČKOVÁ M., JURAJDA P. & GELNAR M. 2008: Parasite assemblages of European bitterling (Rhodeus amarus), composition and effects of habitat type and host body size. Parasitology Research 102: 1001-1011.

DOADRIO I. 1990: Phylogenetic relationships and classification of western palaearctic species of the genus Barbus (Osteichthyes, Cyprinidae). Aquatic Living Resources 3(04): 265-282.

DOADRIO I., CARMONA J. A. & MACHORDOM A. 2002: Haplotype diversity and phylogenetic relationships among the Iberian barbels (Barbus, Cyprinidae) repeal two evolutionary lineages. Journal of Heredity 93: 140-147.

DUBUT V, FOUQUET A., VOISIN A., COSTEDOAT C, CHAPPAZ R. & GILLES A. 2012: From Late Miocene to Holocene: Processes of differentiation within the Telestes genus (Actinopterygii: Cyprinidae). Plos One. 7(3): e34423.

DUDGEON D., ARTHINGTON A. H., GESSNER M. O., KAWABATA Z. I., KNOWLER D. J., LEVEQUE C., NAIMAN R. J., PRIEUR-RICHARD A. H., SOTO D., STIASSTNY M. L. J. & SULLIVAN C. A. 2006: Freshwater biodiversity: importance, threats, status and conservation challenges. Biological Reviews 81: 163-182.

LOM J. & DYKOVÁ I. 1992: Protozoan parasites of fishes. Elsevier Science Publishers, Amsterdam, New York, pp. 315.

ECONOMIDIS P. S. 1989: Distribution pattern of the genus Barbus (Pisces, Cyprinidae) in the freshwaters of Greece. Travaux Du Museum D'Histoire Naturelle "Grigore Antipa" 30: 223-230.

ECONOMIDIS P. S. 1991: Check List of Freshwater Fishes of Greece. Recent Status of Threats and Protection. Hellenic Society for the Protection of Nature, Athens, pp. 48.

ECONOMIDIS P. S. 1995: Endangered Freshwater Fishes of Greece. Biological Conservation 72: 201-211.

ECONOMOU A. N., GIAKOUMI S., VARDAKAS L., BARBIERI R., STOMBOUDI M. & ZOGARIS S. 2007: The freshwater ichthyofauna of Greece – an update based on a hydrographic basin survey. Mediterranean Marine Science 8(1): 91-166.

EL GHARBI S., RENAUD F. & LAMBERT A. 1992: Dactylogyrids (Platyhelminthes: Monogenea) of Barbus spp. (Teleostei: Cyprinidae) from the Iberian Peninsula. Research and Reviews in Parasitology 52: 103-116.

ELVIRA B. 1995: Conservation status of endemic freshwater fish in Spain. Biological Conservation 72: 129-136.

ERGENS R. 1970: Parasitic fauna of fish from Montenegro. I. Polyonchoinea (Monogenoidea) of some fish of Lakes Skadar and Veliko Crno. Pol'oprivreda i Shumarstvo 16: 1-44.

ERGENS R. & LOM J. 1970: Původci parasitárních nemocí ryb. Academia, Praha, pp. 383.

ESCH G. W. & FERNANDÉZ J. C. 1993: A functional biology of parasitism. Chapman and Hall, London, pp. 337.

ESSL F., MOSER D., DIRNBÖCK T., DULLINGER S., MILASOWSZKY N., WINTER M. & RABITSCH W. 2013: Native, alien, endemic, threatened, and extinct species diversity in European countries. Biological Conversation 164: 90-97.

GEIGER M. F., HERDER F., MONAGHAN M. T., ALMADA V., BARBIERI R., BARICHE M., BERREBI P., BOHLEN J., CASAL-LOPEZ M., DELMASTRO G. B., DENYS G. P., DETTAI A., DOADRIO I., KALOGIANNI E., KÄRST H., KOTTELAT M., KOVAČIĆ M., LAPORTE M., LORENZONI M., MARČIĆ Z, OZULUĞ M., PERCIDES A., PEREA S., PERSAT H., PORCELOTTI S., PUZZI C., ROBALO J., ŠANDA R., SCHNEIDER M., ŠLECHTOVÁ V., STOUMBOUDI M., WALTER S. & FREYHOF J. 2014: Spatial heterogeneity in the Mediterranean Biodiversity Hotspot affects barcoding accuracy of its freshwater fishes (v tisku).

GELNAR M. 1987: Experimental verification of the effect of water temperature on micropopulation growth of Gyrodactylus katharineri Malmberg, 1964 (Monogenea) paraziting carp fry (Cyprinus carpio L.). Folia Parasitologica 34: 19-23.

GELNAR M., DUŠEK L., KOUBKOVÁ B, ŠEBELOVÁ Š., MAZOURKOVÁ M., MATĚJUSOVÁ I., JARKOVSKÝ J., MACHALA M., JURAJDA P. & ZAHRÁDKOVÁ S. 2002: Parasites As Pollution Indicators: Evaluation of Indicative Potential of FISH Parasites Using Hierarchically Structured Data. In: MONDUZZI (ed.): Proceedings of the 10th International Congress of Parasitology - ICOPA X: Symposia, Workshops and Contributed Papers, Bologna: 255-264.

GIBSON D. I., JONES A. & BRAY R. A. (eds.) 2002: Keys to the Trematoda, Vol. 1. CABI Publishing & The Natural History Museum, London, pp. 521.

GILLES A., COSTEDOAT C., BARASCUD B., VOISIN A., BANARESCU P., BIANCO P. G., ECONOMIDIS P. S., MARCIC D. & CHAPPAZ R: 2010: Speciation pattern of Telestes souffia complex (Teleostei, Cyprinidae) in Europe using morphological and molecular markers. Zoologica Scripta 39: 225–242.

GREGORY R. D. 1990: Parasites and host geographic range as illustrated by waterfowl. Functional Ecology 4: 645-654.

GUSSEV A. V. 1985. Key to parasites of freshwater fishes of the USSR, Vol. 2 Metazoans. Nauka, Moskva, pp. 424.

HANEL L. 2001: Naše ryby a rybaření. Brázda, Praha, pp. 286.

HANEL L. & ANDRESKA J. 2013: Ryby evropských vod v ilustracích Květoslava Híska. Aventium, Praha, pp. 352.

HOVORKA J. 1954: Helmintologická diagnostika I: Laboratórna diagnostika helmintóz. Slovenská akadémia vied, Bratislava, pp. 377.

HSÜ K. J., MONTADERT L., BERNOULLI D., BIANCA C. M., ERICKSON A., GARRISON R. E., KIDD R. B., MÈLIÉRES F., MÜLLER C. & WRIGHT R.: History of the Mediterranean salinity crisis. Nature 1977, 267:399-403.

CHEN X. L., YUE P. Q. & LIN R. D. 1984: Major groups within the family Cyprinidae and their phylogenetic relationships. Acta Zootaxonomica Sinica 9: 424- 440.

JÍROVEC O. 1958: Zoologická technika. Státní pedagogické nakladatelství, n. p., Praha, pp. 314.

JONES A., BRAY R. A. & GIBSON D. I. (eds.) 2005: Keys to the Trematoda, Vol. 2. CABI Publishing & The Natural History Museum, London, pp. 745.

JURAJDA P., SLAVÍK O. & ADÁMEK Z. 2006: Metodika odlovu a zpracování vzorků plůdkových společenstev ryb tekoucích vod. Výzkumný ústav vodohospodářský TGM, Praha, pp. 10.

KISKAROLY M. & TAFRO A. 1988: Prilog poznavanju helmintofaune nekih riba jednog dela Dunava. Veterinaria 37(2–3):211–221.

KOTTELAT M. & FREYHOF J. 2007: Handbook of European freshwater fishes. Publications Kottelat, Switzwerland, pp. 646.

KOUTSIKOS N., ZOGARIS S., VARDAKAS L., TACHOS V., KALOGIANNI E., ŠANDA R., CHATZINIKOLAOU Y., GIAKOUMI S., ECONOMIDIS P. S. &

ECONOMOU A. N. 2012: Recent contributions to the distribution of the freshwater ichtyofauna in Greece, Mediterranean Marine Science 13(2): 268-277.

KUBEČKA J. & PRCHALOVÁ M. 2006: Metodika odlovu a zpracování vzorků ryb stojatých vod. Výzkumný ústav vodohospodářský TGM, Praha, pp. 22.

LOOT G., REYJOL Y., POULET N., ŠIMKOVÁ A., BLANCHET S. & LEK S. 2007: Effects of small Weiss on fish parasite communities. Parasitology Research 101: 1265-1276.

MAGURRAN A. E. 2004: Measuring Biological Diversity. Blackwell Science Ltd., Oxford, pp. 260.

MALMBERG G. 1970: The excretory systems and marginal hooks as a basis for the systematics of Gyrodactylus (Trematoda, Monogenea). Arkiv for Zoologi 2: 1-235.

MAŠOVÁ Š., BARUŠ V. & MORAVEC F. 2011: New morphological data on the first-stage larva of two Procamallanus species (Nematoda: Camallanidae) based on SEM studies. Folia Parasitologica 58 (4): 318-321.

MATĚJUSOVÁ I., MORAND S. & GELNAR M. 2000: Nestedness in assemblages of gyrodactylids (Monogenea: Gyrodactylidea) parasitising two species of cyprinid – with reference to generalists and specialists. International Journal for Parasitology 30: 1153-1158.

MORAVEC F. 1994: Parasitic Nematodes of Freshwater Fishes of Europe. Academia, Praha, pp. 473.

MORAVEC F. 2001: Checklist of the Metazoan Parasites of Fishes of the Czech Republic and the Slovak Republic (1873-2000). Academia, Praha, pp. 168.

MORAVEC F. 2013: Parasitic Nematodes of Freshwater Fishes of Europe, 2. vydání. Academia, Praha, pp. 604.

MUONEKE M. I. & CHILDRESS W. M. 1994: Hooking mortality: a review for recreational fisheries. Reviews in Fisheries Science 2(2): 123-156.

NIGRELI R. F., POKORNÝ K. S. & RUGGIERI G. D. 1976: Notes on Ichthyophthirius multifiliis, a ciliate parasitic on fresh-water fishes, with some remarks on possible physiological races and species. Transaction Of the American Microscopical Society 95(4): 607-613.

OLIN M. & MALIEN T. 2003: Comparison of gillnet and trawl in diurnal fish community sampling. Hydrobiologia 506–509: 443–449.

ONDRAČKOVÁ M., JURAJDA P. & GELNAR M. 2002: The distribution of Posthodiplostomum cuticola metacercariae in young-of-the-year cyprinid fishes. Journal of Fish Biology 60: 1355-1357.

ONDRAČKOVÁ M., DÁVIDOVÁ M., BLAŽEK R., GELNAR M. & JURAJDA P. 2009: The interaction between an introduced fish host and local parasite fauna: Neogobius kessleri in the middle Danube River. Parasitology Research 105: 201- 208.

PEREA S., BÖHME M., ZUPANČIČ P., FREYHOF J., ŠANDA R., ÖZULUĞ M., ABDOLI A. & DOADRIO, I. 2010. Phylogenetic relationships and biogeographical patterns in Circum-Mediterranean subfamily Leuciscinae (Teleostei, Cyprinidae) inferred from both mitochondrial and nuclear data. BMC Evolutionary Biology 10: 265.

POULIN R. 1997: Parasite Fauna of Freshwater Fish: The Relationship Between Richness and the Specifity of Parasites. International Journal of Parasitology 27(9): 1091-1098.

POULIN R. 2007: Evolutionary Ecology of Parasites. Princeton University Press, New Jersey, pp. 332.

POULIN R. & MORAND S. 2000: The Diversity of Parasites. The Quarterly Review of Biology 75(3): 277-293.

PRICE P. W. & CLANCY K. M. 1983: Patterns in number of helminth parasite species in freshwater fishes. The Journal of Parasitology 69(3): 449-454.

PUGACHEV O. N., GERASEV P. I., GUSSEV A. V., ERGENS R. & KHOTENOWSKY I. 2010. Guide to Monogenoidea of freshwater fish of Palaearctic and Amur regions. GALLI P., PUGACHEV O. N. & KRITSKY D. C. (eds.) Ledizione-LediPublishing, Milano, pp. 564.

REYJOL Y., HUGUENY B., PONT D., BIANCO P. G., BEIER U., CAIOLA N., CASALS F., COWX F., ECNOMOU A., FERREIRA T., HAIDVOGL G., NOBLE R., SOSTOA A., VIGNERON T. & VIRBICKAS T. 2007: Patterns in species richness and endemism of European freshwater fish. Global Ecology and Biogeography 16: 65-75.

SANJUR O. I., CARMONA J. A. & DOADRIO I. 2003: Evolutionary and biogeographical patterns within Iberian populations of the genus Squalius inferred from molecular data. Molecular Phylogenetics and Evolution 29: 20–30.

SASAL P., MORAND S. & GUÉGAN J. F. 1997: Determinants of parasite species richness in Mediterranean marine fishes. Marine Ecology Progress Series 149: 61- 71.

SVENNING J. CH., FITZPATRICK M. C., GRAHAM C. H., PEARMAN P. B., IVERSON L. R. & SKOV F. 2010: Geography, topography, and history affect realized-to-potential tree species richness patterns in Europe. Ecography 33: 1070- 1080.

ŠIMKOVÁ A., DESDEVISES Y., GELNAR M. & MORAND S. 2000: Co- existence of nine gill ectoparasites (Dactylogyrus: Monogenea) parasitising the roach (Rutilus rutilus L.): history and present ecology. International Journal for Parasitology 30: 1077-1088.

ŠIMKOVÁ A., SASAL P., KADLEC D. & GELNAR M. 2001a: Water temperature influencing dactylogyrid species communities in roach, Rutilus rutilus, in the Czech Republic. Journal of Helminthology 75: 373-383.

ŠIMKOVÁ A., GELNAR M. & MORAND S. 2001b: Order and disorder in ectoparasite communities: the case of congeneric gill monogeneans (Dactylogyrus spp.). International Journal for Parasitology 31: 1205-1210.

ŠIMKOVÁ A., MORAND S., MATĚJUSOVÁ I., JURAJDA P. & GELNAR M. 2001c: Local and regional influences on patterns of parasite species richness of central European fishes. Biodiversity and Conservation 10: 511-525.

ŠIMKOVÁ A., PEČÍNKOVÁ M., ŘEHULKOVÁ E., VYSKOČILOVÁ M. & ONDRAČKOVÁ M. 2007: Dactylogyrus species parasitizing European Barbus species: morphometric and molecular variability. Parasitology 134: 1751-1765.

TUREK J., KRATOCHVÍL M., JŮZA T., KUBEČKA J., PRCHALOVÁ M., PETERKA J. 2013: Odlov ryb ve volných vodách. In: RANDÁK T. (ed.): Rybářství ve volných vodách. Jihočeská univerzita v Českých Budějovicích, Fakulta rybářství a ochrany vod Vodňany, České Budějovice, pp. 363-395.

WHITFIELD P. J. 1979: The biology of Parasitism: An introduction to the study of associating organisms. Edward Arnold, London, pp. 277.

ZARDOYA & DOADRIO 1999: Molecular Evidence on the Evolutionary and Biogeographical Patterns of European Cyprinids. Journal of Molecular Evolution 49: 227-237.

ZARDOYA R., ECONOMIDIS P. S. & DOADRIO I. 1999: Phylogenetic Relationships of Greek Cyprinidae: Molecular Evidence for at Least Two Origins of the Greek Cyprinid Fauna. Molecular Phylogenetics and Evolution 13: 122-131.

Internetové zdroje:

URL FROESE R. & PAULY D. (eds.) 2014: FishBase. World Wide Web electronic

publication. Dostupné z: http://www.fishbase.orgHTU UTH Verze z 20. 4. 2014.

URL FSURF (The Florida State University Research Foundation) & OLYMPUS (Olympus America, Inc.) 2012: Microscopy, Resource Center. Dostupné z: http://

http://www.olympusmicro.com/HTU UTH Verze ze 17. 9. 2014.