Étude De L'activité Antioxydante Des Extraits Des Alcaloïdes Des Rameaux

République Algérienne Démocratique et Populaire Ministère de l’Enseignement Supérieur et de la Recherche Scientifique Université Abou Bekr Belkaid-Tlemcen Faculté des Sciences de la Nature et de la Vie, des Sciences de la Terre et de l’Univers

Département de Biologie Laboratoire des Produits Naturels (LAPRONA) Mémoire de fin d’études en vue de l’obtention du Diplôme de Master en Biologie Option : Sciences des aliments Présenté par Mme BOUDERBALI Nesrine Thème

Étude de l’activité antioxydante des extraits des alcaloïdes des

rameaux d’Anabasis articulata de la région de Béchar

Soutenu le 13 /07/2017

Devant le jury composé de :

Mme ATIK-BEKKARA F. Professeur à l’Université de Tlemcen Présidente

M. BELYAGOUBI L. Maître de Conférences à l’Université de Tlemcen Examinateur

Mme BELYAGOUBI N. Maitre de Conférences à l’Université de Tlemcen Encadreur

Année universitaire : 2016-2017

Remerciements

Je tiens en premier lieu à remercier Dieu « tout puissant » pour la volonté, le courage et la santé qu’il m’a donné pour suivre mes études et accomplir ce modeste travail.

Ce travail de recherche a été effectué au Laboratoire des produits Naturels (LAPRONA), du département de Biologie, Faculté des Sciences de la Nature et de la Vie, des Sciences de la Terre et de l'Univers, de l'Université Abou Bakr Belkaid-Tlemcen, sous la direction de Mme Belyagoubi Née Benhammou N.

Mes remerciements les plus vifs, ma reconnaissance et ma sincère gratitude s’adresse à mon encadreur Mme Belyagoubi-Benhammou Nabila, Maitre de conférence classe A, au Département de Biologie, Faculté des Sciences de la Nature et de la Vie et des Sciences de la Terre et de l’Univers, Université Aboubekr Belkaid Tlemcen, pour avoir accepté de m’encadrer, pour son soutien pendant tout ce travail, sa patience ainsi que sa précieuses aide qu’elle n’a cessé de m’apporter tout au long de ce travail, je tiens à vous présenter, mes respects et ma grande estime.

Nous adressons nos sincères remerciements à Mme ATIK BEKKARA F. Professeur à l'Université de Tlemcen, Département de Biologie, d’avoir accepté de présider le jury.

Mes vifs remerciements vont également à Mr BELYAGOUBI L. Maître de Conférences Classe B à l’université de Tlemcen pour ces encouragements et pour l’honneur qu’il nous a fait en acceptant de faire partie du jury.

Je ne saurais oublier tous ceux et celles qui m’ont marqué par leur soutien et encouragements : Tous les membres de notre laboratoire des Produits Naturels en particulier la doctorante Melle Ghania Aissaoui, je l’exprime mon respect et ma profonde sympathie.

Je remercie surtout mes parents, mes sœurs et mon frère pour leurs soutiens et leurs encouragements.

Et un spécial remerciement à mon cher mari Moulay pour sa patience, son soutien et son encouragement.

A toi Imene Benchergui, Imane Lahfa et Belbachir kawther mes sœurs de cœurs pour vos conseils et vos aides.

J’exprime mes vifs et sincères remerciements, à tous ceux qui ont participé de prêt ou de loin, et qui n’ont pas hésité à me soutenir tout au long de mes études.

Dédicaces

C’est avec un très grand honneur que je dédie ce modeste travail aux deux personne qui se

sont sacrifiées pour que je grandisse avec un savoir-faire et qui m’ont appris a ne jamais baissé les bras, et qui ont fait de moi ce que je suis aujourd’hui, sans lesquels je n’y serais

jamais parvenue et qui je ne remercierais jamais assez ;

Mes très chers parents.

A mes très chers sœurs Manel, Linda, souhila et mon très cher frère Reda.

Une spéciale dédicace à mon cher époux Moulay

Et à

Tous mes amis « es »

ملخص

أجريت العديد من الدراسات حول النباتات الطبية والتي تهدف إلى اكتشاف أدوية جديدة من مصادر طبيعية، و منها تقييم مضادات االكسدة لمستخلصات فروع النبتة الطبية الرمث )عجرم(, التي تتواجد في جنوب غرب الصحراء الجزائرية . وجاء هذا التقييم من قبل ثالث اختبارات: اجمالي القدرة المضادة لألكسدة ТАС , تثبيط الجذر DDPH و β كاروتين/ حمض لينوليك المردود المتحصل عليه لكل مستخلص هو على التوالي: E2.2, E3, E2.1 et E1 12.47%, 3.57% , 1.07% و 0.37% بالتساوي دراسة القدرة المضادة لألكسدة بينت ان المستخلص E2.2 يحتوي على أفضل قدرة لألكسدة اإلجمالية تقدر ب:14.742 ± 0.224 ملغ/مل وفيما يتعلق باالختبارين اآلخرين، المستخلص E3 سجل نشاطا مثيرا لالهتمام يقدر ب: 0.168±1.242 مع/مل لمنع تثبيط الجذر الحر و 0.943 ±0.027 مغ/مل لمنع تبييض β-كاروتين. أ ْظهر تقييم النشاط المضاد لألكسدة من خالل ثالثة الطرق المستعملة ) β كاروتين/ حمض لينوليك,CAT, DPPH( أن جميع المستخلصات لديها خصائص مضادة لألكسدة . كلمات مفتاحية : الرمث )عجرم( ، مضاد لألكسدة ، β -كاروتين ، اجمالي القدرة المضادة لألكسدة ТАС , تثبيط الجذر .DPPH

Résumé Plusieurs études ont été réalisées sur des plantes médicinales dont le but de découvrir de nouveaux médicaments d’origine naturelle. La présente investigation est consacrée à l’évaluation du pouvoir antioxydant des extraits des alcaloïdes des rameaux de la plante médicinale Anabasis articulata, d’origine saharienne du sud-ouest algérien. Cette évaluation a été faite par trois tests : Capacité antioxydante totale (CAT), piégeage du radical libre DPPH, et le système modèle β- Carotène/ Acide Linoléique. Les rendements obtenus des extraits alcaloïdiques E2.2, E3, E2.1 et E1 sont de l’ordre de 12.47, 3.57, 1.07 et 0.37%, respectivement. L’étude du pouvoir antioxydant a révélé que l’extrait E2.2 possède la meilleure capacité antioxydante totale à raison de 14.742  0.224 mg EAA/g MS. Pour les deux autres tests, E3 a enregistré des activités intéressantes de 1.242 ± 0.168 mg/ml à neutraliser le DPPH et 0.943 ± 0.027 mg/ml à inhiber le blanchiment du β-Carotène, respectivement. D’après cette étude, les alcaloïdes d’A. articulata ont montré la présence des propriétés antioxydantes. Mots clés : Anabasis articulata, Alcaloïdes, Activité antioxydante, CAT, DPPH, β-carotène.

Abstract

Several studies have been carried out on medicinal plants with the aim of discovering new drugs of natural origin. The present work is performed to study the antioxidant power of alkaloid extracts from the twigs of the medicinal plant Anabasis articulata of Saharan origin in south-western Algeria. This evaluation was carried out by three tests: total antioxidant capacity (TAC), scavenging of the free radical DPPH, and the model system β-carotene / linoleic acid. The yields obtained from the alkaloid extracts E2.2, E3, E2.1, E1 are equal to 12.47, 3.57, 1.07 and 0.37%, respectively. The study of antioxidant power revealed that, the E2.2 extract possesses the best antioxidant capacity at the rate of 14.742 ± 0.224 mg AAE / g MS DM. For the other tests, E3 recorded interesting activities of 1.242 ± 0.168 mg/ml to neutralize DPPH and 0.943 ± 0.027 mg/ml to inhibit the bleaching of β-carotene, respectively. According to this study, the alkaloids of A. Articulata have shown the presence of antioxidant properties. Key words: Anabasis articulata, extraction, Alkaloids, Antioxidant activity, TAC, DPPH, β-carotene.

Sommaire

Remerciement ...... ………I

Résumés ………………………………………………………………………………………II

Liste des abréviations ……………………………………………………………………….. III

Liste des tableaux …………………………………………………………………………... IV

Liste des figures ……………………………………………………………………………... V

Liste des photos ……………………………………………………………………………. .VI

Introduction générale …………………………………………………………………….…...1

Partie bibliographique

Chapitre I : Présentation de la plante étudiée…………………………………………..……..3

1- Description botanique ………………………………………………………….…….3

2- Systématique……………………………………………………………………….....4

3- Propriétés et usages thérapeutiques ………………………………………………….4

4- Travaux antérieurs …………………………………………………………………...5

Chapitre II : Principales substances actives végétales…………………………………….… 6

1- Généralités …………………………………………………..…………………...….6

2- Les alcaloïdes ……………………………………………………………………….6

2.1.Définition……………………………………………………………………..….6

2.2.Localisations des alcaloïdes………………………………………………..……7

2.3. Propriétés physique et chimique des alcaloïdes …………………………..……7

2.4.Rôle des alcaloïdes …………………………………………………………..….7

2.5.Propriétés thérapeutiques est médicinales des alcaloïdes …………………....….8

Chapitre III : Radicaux libres et les antioxydants …………………………………….…..9

1- Introduction…………………………………………………………………….....9

2- Paradoxe de l’oxygène……………………………………………………..…..…9 3- Radicaux libres, les antioxydants et leurs origines……………………………….9

3.1 Source endogène d’ERO………………………………………………………………….10

3.2 Source exogène d’ERO…………………………………………………………...………10 Partie expérimentale

Chapitre I : Matériel végétal…………………………………………………………………12

1- Choix de l’espèce…………………………………………………………………………12

2- Matériel végétal……………………………………………………………………….…..12

3- Station géographique……………………………………………………………………...12

4- Conservation de la plante ………………………………………………………….……..13

Chapitre II : Extraction des alcaloïdes……………………………………………….…….…14

1- Dégraissage de la plante…………………………………………………………….…….14

2- Extraction des alcaloïdes par des solvants organique……………………………….…....14

1. Extraction par des solvants apolaires…………………………………………..…14

2. Extraction par des solvants polaires ………………………………………..…….

a. Extraction des alcaloïdes totaux………………………………..……..16

b. Extraction des alcaloïdes tétravalents et basiques ………………………..…..18

3- Détermination du rendement ………………………………………………………..……20

Chapitre III : Étude du pouvoir antioxydant……………………………………………….…21

1- Introductiono……………………………………………………………………...….21

2- Activité antioxydante totale (CAT)……………………………………………...…....21

3- Piégeage du radical DPPH•………………………………………………………...…21

4- Test de blanchiment de β-carotène couplé à l’auto-oxydation de l’acide linoléique…22

Partie résultats et discussions

Chapitre 1 : Rendements des extraits secs en alcaloïdes des rameaux d’A. articulata……….24

Chapitre 2 : Étude de l’activité antioxydante des alcaloïdes………………………………….26

1- Méthode de la capacité antioxydante totale (CAT)…………………………………...26 2- Méthode du piégeage du radical libre DPPH •…………………………………....….27

3- Test de blanchiment de β-carotène……………………………………………….…...30

4- Relation structure-activité ……………………………………………………………32

Conclusion …………………………………………………………………………………...34

Références bibliographiques …………………………………………………………….…...35

Annexes …………………………………………………………………………..…………44

Liste des abréviations

β-CLAMS : Système Modèle β-Carotène-Acide Linoléique (β -carotene-linoleate model system). BHA : Butylhydroxyanisole. CAT : Capacité antioxydante totale

CHCl3 : Chloroforme.

CH3OH : Méthanol. DPPH : Radical2.2diphényle-1- picrylhydrazyl. EAA : équivalents d’acide ascorbique. ERO (EOA): Espèces réactives oxygénées.

EC50 : La concentration efficace (The efficient concentration).

H2O2 : Peroxyde d'hydrogène.

H2SO4 : Acide sulfurique. HCl : Acide chlorhydrique. MS : Matière sèche. 2- MoO4 : Molybdate.

Na2CO3 : Carbonate de sodium. NO• : Monoxyde d’azote. O2•- : Anion superoxyde. OH• : Radical hydroxyl. ONOOH : Nitroperoxyde. R : Rendement.

Liste des tableaux

Tableau 01 : Mécanisme d’action des antioxydants d’origine enzymatique……………….11 Tableau 02 : Les caractéristiques géographiques et bioclimatiques d’A.articulata ………..12

Tableau 03 : concentrations EC50 des extraits des alcaloides d’Anabasis articulata obtenues par le test DPPH. …………………………………………………………………………….29

Tableau 04 : concentrations EC50 des extraits d’Anabasis articulata par le système β- carotène/ acide linoléique……………………………………………………………………..31 Liste des figures

Figure 01: Quelques structures des alcaloïdes…………………….………………………….6 Figure 02: La situation géographique de la wilaya de Béchar ………………………………13 Figure 03: Protocol d’extraction des alcaloïdes basiques purs par la méthode Stas-Otto ……………..………………………………………………………………………………….15 Figure 04: Protocole d’extraction des alcaloïdes totaux ……………………..…………..….17 Figure 05: Protocole d’extraction des alcaloïdes tétravalents et basiques par la méthode Stas- Otto……………..…………………………………………………………………………….19 Figure 06: Rendements en pourcentage (%) des extraits des alcaloïdes d’Anabasis ariculata……………………………………………………………………………………....24 Figure 07: Activité antioxydante des extraits bruts de l’espèce d’Anabasis articulata par le test de la CAT…………………………..…………………………………………………….26 Figure 08: Pourcentage d’inhibition (%) du DPPH en fonction des concentrations de l’extrait brut d’alcaloïdes d’Anabasis articulata………………………………………………………28 Figure 09: Pourcentages d’inhibition du blanchiment du β -carotène en fonction des concentrations des extraits d’A. articulata…………………………………………………....30 Figure 10 : Relation entre les tests du pouvoir antioxydant et les rendements………………32

Liste des photos

Photo 01 : Anabasis articulata (Forsk.) Moq (Photo prise par Dr. Belyagoubi. N, 2011)……3

Introduction Introduction

A travers les siècles, les traditions ont su développer la connaissance et l’utilisation des plantes médicinales. Dans de nombreux pays d'Afrique, tel que l’Algérie, qui possède un riche patrimoine de plantes médicinales de grande diversité (Moritz et al., 2013 ; Ngom Vougat et al., 2015) pour le traitement des pathologies les plus courantes (Le rhumatisme, le diabète, le cancer, les parasitoses intestinales, les maladies cardiovasculaires …) (Kambouche et al.,2009 (a) ; Houessou, 2010). Plusieurs investigations portées sur la phytochimie et les activités biologiques telles que les pouvoirs antimicrobien, antioxydant et antidiabétique ont été fait sur les plantes médicinales afin d’apporter des réponses thérapeutiques adéquates contre certaines maladies dites de civilisation (Mohamed et al., 2013 ; Djeridane et al., 2015). Cette matière végétale a aussi des intérêts multiples dans l’industrie alimentaire, en cosmétologie et en pharmacie (Bahorun et al., 1996; Rispail et al., 2005 ; Thomas, 2011). Tous les êtres vivants ont un métabolisme primaire qui fournit les molécules de bases : acides nucléiques (ADN et ARN), protéines, lipides et glucides. Or les végétaux ont des métabolites dits secondaires. Ces derniers sont situés dans l’un des trois classes, des polyphénols, terpénoïdes et les alcaloïdes. Cependant de nombreuses études ultérieures ont prouvé la bio-activité de ces molécules, citant les activités antitumorale, antivirale, antimicrobienne, anti-inflammatoire et antioxydante (Rispail et al., 2005 ; Thomas, 2011 ). Notre laboratoire de recherche des Produits Naturels et particulièrement notre équipe s’intéresse à la phytochimie et aux activités biologiques (antioxydante, antimicrobienne et anti-inflammatoire) des extraits végétaux de plantes médicinales (Bendimerad et al., 2007 ; Atik Bekkara et al., 2008 ; Benhammou et al., 2008 ; Belarbi et al., 2009 ; Bekhechi et al., 2012 ; Benhammou et al., 2013; Belyagoubi-Benhammou et al., 2014; Ghembaza et al., 2016 ; Belyagoubi-Benhammou et al., 2017 ; Toul et al., 2017).

Vu l’usage traditionnel de la plante saharienne Anabasis articulata contre plusieurs maladies (diabète et le cancer), nous nous sommes intéressés dans ce travail à évaluer les propriétés antioxydantes in vitro des alcaloïdes. Après une introduction faisant le point sur la question, ce travail est constitué de trois parties. La première partie concernant l’étude bibliographique, comprend les chapitres suivants :

1 Introduction

 Chapitre I : Présentation de la plante étudiée.  Chapitre II : Principales substances actives végétales.  Chapitre III : Radicaux libres et les antioxydants.

La deuxième partie concerne les différentes techniques utilisées dans l’expérimentation, elle englobe :  L’extraction des différents extraits des alcaloïdes à partir des rameaux de la plante A. articulata par des solvants polaires et apolaires.  L’évaluation de l’activité antioxydante par différents tests :  Capacité antioxydante totale (CAT)  Piégeage du radical libre DPPH,  Système Modèle β-Carotène-Acide Linoléique.

Dans la troisième partie, nous présentons les résultats obtenus avec des illustrations graphiques et leur interprétation et nous terminons par une conclusion et perspectives.

Partie Bibliographique

Partie bibliographique

Chapitre I : Présentation de la plante étudiée

Parmi les espèces végétales sahariennes, Anabasis articulata qui fait partie de la famille des Amaranthacées (Chenopodiacées) est largement utilisée par la population locale du Sahara pour traiter plusieurs maladies telles que le cancer.

1- Description botanique : Anabasis articulata est une plante saharienne sauvage, endémique (Ozenda, 2004), halophile (Hamdoon et al., 2013), arbuste (à buisson bas) (Figure 1), elle mesure 20 à 40cm. Elle se présente comme une touffe verte bleutée très claire au port ramifié, rampant, ornée de petite feuilles soudées par deux, en forme d’écailles (Kherraze et al., 2010). Les fleurs blanches rosées sont isolées à l'aisselle de chaque feuille. Le fruit est entouré par trois ailes dues à la dilatation de trois de ces sépales. Elle est commune dans les sols pierreux de tout le Sahara, jusqu’au Sahara méridional (Ozenda, 2004). Son étalement au sol contribue à la fixation du sable à son niveau (Kherraze et al., 2010).

Photo 1 : Anabasis articulata (Forsk.) Moq (Photo prise par Dr. Belyagoubi-Benhammou. N., 2011).

3 Partie bibliographique

2-Systématique : La classification d’A. articulata a été faite par (Quezel et Santa, 1963; Dupont et Guignard, 2007). Embranchement : Phanérogames ou Spermaphytes Sous embranchement : Angiospermes Classe : Eudicots Sous classe : Pré-astéridées Ordre : Caryophyllales Familles : Amarantacées Genre : Anabasis Espèce : Anabasis articulata (Forsk.) Moq. Noms vernaculaires : Belbel, Djell (Quezel et Santa, 1963), Ajrem et Baguel (Kherraze et al., 2010) et Remt en arabe.

3-Propriétés et usages thérapeutiques De nombreuse espèces végétales sahariennes ont des vertus précieuses, elles ont été utilisé dans la médecine traditionnelle par la population indigène contre la diarrhée, le diabète, l'asthme, les rhumatismes et le cancer (Chopra, 1956). Parmi ces espèces, A. articulata est un remède pour le traitement du diabète (Kambouche et al., 2011). Les parties aériennes sont utilisées en décoction et sous forme de cataplasme pour soigner les dermatoses, les maladies de la peau (eczéma), les maux de tête et la fièvre (Hammiche et Maiza, 2006). D’autres effets thérapeutiques contre les lésions hépatiques et les infections rénales (Azza et al., 2014) et aussi des propriétés cholinergiques ont été signalés chez cette espèce (Tilyabaev et Abduvakhabov, 1998).

4- Travaux antérieurs Peu d’études ont été réalisées sur la phytochimie d’A. articulata (Batanouny, 1999 ; Kambouche et al., 2009 (b) ; Eman, 2011). Ces auteurs ont mis en évidence la présence des flavonoïdes, des tannins, des saponines, des alcaloïdes, des carbohydrates et/ou des glycosides, des coumarines et des triterpènes dans les extraits de cette espèce. D’autres auteurs ont montré l’activité antioxydante des extraits méthanoliques et aqueux d’A. articulata (Benhammou, 2012 ; Ghambaza, 2015), ainsi que certains auteurs ont démontré que l’extrait butanolique des saponines d’A. articulata a une activité antimicrobienne élevée 4 Partie bibliographique contre plusieurs souches bactériennes par rapport à celle de l’extrait des alcaloïdes (Maatalah et al., 2012). Concernant l’étude chimique des espèces du genre Anabasis, certains auteurs ont identifié chez A. brevifolia : 2-O-β- D-glucopyranosyloxy-4, 6-dimethoxy phénylenthanone ; 2-O-(2)-β-D-glucopyranosyloxy-4, 6-diméthoxy phénylenthanone; acide 3-méthyle-but-2- énoique-[2-(4-méthoxyphényl)-éthyl]- amide; 5, 6, 7, 2'- tétraméthoxy-isoflavonoïde; 2'- hydroxy-5, 6, 7-triméthoxyisoflavonoïde (Chen et al., 2005). Dans la partie aérienne d’A. aphylla, (Du et al., 2009) ont pu identifier trois alcaloïdes : N-méthylanabasine, anabasamine et isonicoteine et d’autres classes de flavonoïdes tels que la piceine, l’isorhamnetine, la quercétine, la rutine et l’isorhamnetine-3-rutinoside (Yang et al., 2010) et d’autres métabolites secondaire tels que des terpénoïdes, des stéroïdes et des stérols, qui sont d'une importance médicale (Shakeri et al., 2012). En ce qui concerne A. salsa, les auteurs ont mis en évidence cinq composés qui ont été identifiés comme tortoside A, acide phytolaccagenique - 3- O- β- D- glucopyranuronide - 28- β- D-glucopyranosyl ester, picraquassioside C, syringine et piceoside (Pei et al., 2014). Une autre étude récente a affirmé que l’extrait des flavonoïdes d’A. setifera constitue une source importante des molécules à activité antioxydante qui peuvent avoir un potentiel thérapeutique (Mohammadi et al., 2016).

5 Partie bibliographique

Chapitre II : Principales substances actives végétales

1- Généralités Les métabolites secondaires sont des produits à structure chimique souvent complexe, on recense plusieurs milliers de métabolites (au moins 30000 structures caractérisées) et sont classées selon leur appartenance chimique (Judd, 2002). Parmi ces substances, on trouve les composés phénoliques, les flavonoïdes, les tanins, les saponosides, les terpénoïdes et stéroïdes et les alcaloïdes qui ont des intérêts multiples mis à profit dans l’industrie alimentaire et pharmaceutique (Iserin, 2001). Ces derniers constituent un des plus grand groupes de métabolites secondaires avec près de 10000 à 12000 différentes structures qui représentent un groupe fascinant de produits naturels (Roberts et Wink 1999 ; Stockigt et al., 2002).

2- Les alcaloïdes 2.1.Définition : Les alcaloïdes sont des molécules d'origine biologique, le plus souvent végétale. Ils sont rares dans le règne animal et dans certains micro-organismes (Judd et al., 2002). Eventuellement reproductibles par synthèse azotée, de réactions alcalines plus ou moins prononcées et douées à faible dose de propriétés pharmacodynamiques marquées. Leurs noms se terminent souvent par "ine"(Nultsch, 1969 ;Vallet, 1996 ). Les alcaloïdes renferment toujours du carbone, de l’hydrogène et de l’azote, et le plus souvent, en plus, de l’oxygène (exceptionnellement quelques alcaloïdes contiennent du soufre). Ils sont donc des produits aminés naturels qui ont des effets physiologiques sur l'organisme humain (Nultsch, 1969 ;Vallet, 1996 ).

Caféine Morphine Cocaïne Figure 01: Quelques structures des alcaloïdes (Mauro, 2007 ; Badiaga, 2011).

6 Partie bibliographique

2.2.Localisations des alcaloïdes : Les alcaloïdes sont rarement libres dans la plante, ils existent sous forme de glycosides ou de sels d’acide citrique, malique, tartrique, etc. ou sont combinés avec les tanins (Bruneton, 1987). Les investigations finement réalisées par la microchimie permet de montrer que les alcaloïdes sont le plus souvent localisés dans les tissus périphériques : assises externes des écorces de tige et de racine, tégument des graine ; on en découvre également dans certains cas dans la partie supérieure des plantes (feuilles, fruits) (Bruneton, 2009).

2.3.Propriétés physique et chimique des alcaloïdes Les alcaloïdes sont des substances azotées ayant des masses très variables de 100 à 900 g/mol. La plupart d’entre eux sont des substances cristallines, leur structure est extrêmement variée, sont souvent solubles dans les solvants organiques et peu solubles dans l'eau, et l’inverse est souvent le cas. La basicité est très variable et dépend de la disponibilité du doublet libre de l’atome d’azote, elle permet l’union avec des acides minéraux (Sulfates, nitrates..) ou organiques (Sulfamates, tartrates,…) pour former des sels (Bruneton, 2009).

2.4.Rôle des alcaloïdes La fonction des alcaloïdes dans les végétaux est encore largement inconnue. Certaines théories président que certains alcaloïdes interviennent dans les relations plantes/prédateurs en protégeant les premiers contres l’agression des seconds. Plusieurs alcaloïdes sont très toxiques et offrent, par conséquent, un arsenal chimique de défense des plantes contre l’attaque des herbivores des microorganismes. Par exemple la nicotine empêche la croissance des larves du tabac. En outre, certains alcaloïdes protègent les plantes contre les dommages provoqués par la lumière UV. Ils constituent aussi une réserve de substances capables de fournir de l’azote ou d’autres fragments nécessaires au développement de la plante (Harborne, 1995 ; Bhat, 2005).

7 Partie bibliographique

2.5.Propriétés thérapeutiques est médicinales des alcaloïdes Les alcaloïdes constituent la base scientifique de l’utilisation thérapeutique (N’guessan et al., 2009). Ils interviennent dans le traitement des maux de tête (ergotamine) (Kouamé et al., 2004), ils sont efficace contre le météorisme abdominal, le petit piment favorise l’expulsion des gaz et la stimulation de la circulation sanguine, en cas de rhumatisme (Asekun et al., 2004). Les propriétés médicamenteuses des alcaloïdes font de ce groupe de métabolites secondaires un intérêt particulier. Au niveau du système nerveux central, ils agissent comme dépresseurs (morphine, scopolamine) ou comme stimulant (caféine, strychnine…). Ils agissent directement sur le système nerveux avec des effets sur la conscience et la motricité. L’action sur le système nerveux peut aller jusqu’à une action antispasmodique, et mydriatique, anesthésique locale ou analgésique et narcotique (Bruneton, 1999). Certains jouent le rôle d’anesthésiques locaux (cocaïne) (Kansole, 2009).

8 Partie bibliographique

Chapitre III : Radicaux libres et les antioxydants

1. Introduction Les radicaux libres, le stress oxydant, les espèces oxygénées activées (EOA) et les antioxydants sont devenus des termes de plus en plus familiers pour les professionnels de la santé et même le grand public (Pincemail et al., 2007). Le stress oxydant correspond à un déséquilibre entre les EOA et les défenses antioxydantes de l’organisme, en faveur de la première. Notre mode de vie (tabagisme, alcoolisme, obésité, exercice physique intense et alimentation) augmente de façon anormale la production des EOA dans notre organisme. A long terme, ceci peut contribuer à l’apparition de diverses pathologies liées au vieillissement cellulaires comme les cancers ou les maladies cardio-vasculaires (Haleng et al., 2007). Dans un souci de prévention, il conviendra donc de disposer d’outils performants permettant d’évaluer correctement le statut de stress oxydant chez un individu afin d’apporter les corrections nécessaires pour optimaliser nos défenses antioxydantes et diminuer les dommages oxydatifs induits par les EOA au niveau de l’ADN, des protéines et des lipides. (Haleng et al., 2007).

2. Paradoxe de l’oxygène : L’oxygène moléculaire est un carburant indispensable à la vie des cellules aérobies (Ferradini, 1986). Il est aussi susceptible d’entraîner des effets dommageables dans l’organisme via la formation de radicaux libres et des EOA (Haleng et al., 2007). En effet, des radicaux hautement réactifs dérivés de l’oxygène peuvent apparaitre au cours des réactions enzymatiques ou sous l’effet des rayons UV, des radiations ionisantes et des métaux de transitions.

3. Radicaux libres, les antioxydants et leurs origines : Les radicaux libres sont des atomes ou des molécules portant un électron non apparié. Cette propriété rend ces éléments très réactifs du fait de la tendance de cet électron à se ré- apparier, déstabilisant ainsi d’autres molécules. Les molécules ainsi transformées deviennent à leur tour d’autres radicaux libres et initient ainsi une réaction en chaîne (Dacosta, 2003). Parmi les ERO, on distingue deux types de radicaux :

9 Partie bibliographique

•- •  Radicaux primaires : tel que l’anion super oxyde (O2 ), le radical hydroxyle (OH ) et l'azote tel le monoxyde d'azote (NO•). 1  Radicaux secondaires : l'oxygène singulet O2, le peroxyde d'hydrogène (H2O2) ou le nitroperoxyde (ONOOH) qui se forment par réaction de ces radicaux primaires sur les composées biochimiques de la cellule (Favier, 2003).

En effet, les radicaux libres participent au fonctionnement de certaines enzymes, à la transduction de signaux cellulaires, à la défense immunitaire contre les agents pathogènes, à la destruction par apoptose des cellules tumorales (Favier, 2003), à la production énergétique, au règlement de la croissance des cellules (Touafek, 2010 ; Marfak, 2011).

3-1 Source endogène d’ERO : La production de ces espèces oxydantes est une conséquence inévitable du métabolisme aérobie. En effet, l’organisme a besoin d’O2 pour produire de l’énergie au cours des réactions dites de respirations oxydatives. Cependant, une faible partie de l’oxygène échappe à sa réduction en eau, au niveau de la mitochondrie. Elle peut alors être à l’origine de la production de radicaux libres oxygénés (Justine et al., 2005).

3-2 Source exogène d’ERO : Les êtres vivants sont exposés quotidiennement à des polluants (fumée de cigarette, rayons ultraviolets, radiations…) susceptibles d’être à l’origine de la production de radicaux libres. (Justine et al., 2005).

Cependant, pour se protéger des effets toxiques de l’oxygène, l’organisme a développé des systèmes de défense sous le nom des antioxydants :  Antioxydants endogènes : ce sont des enzymes capables de transformer les radicaux libres en dérivés inoffensifs (Poortmans et Boisseau, 2003 ; Favier, 2006). Cette ligne de défense est constituée de superoxyde dismutase (SOD), de catalase et de peroxydase (glutathion et ascorbate) (Tableau 1).  Antioxydants exogènes : ce sont des composés apportés par l’alimentation sous forme de fruits et légumes riches en vitamines C, E, caroténoïdes et glutathion (Haleng et al., 2007). Il comprend aussi les métabolites secondaires en particulier des polyphénols (flavonoïdes, acides phénoliques, coumarines, etc.). 10 Partie bibliographique

En situation physiologique, ces systèmes antioxydants ont la capacité de réguler parfaitement la production des ERO (Pincemail et al., 2002).

Tableau 1 : Mécanisme d’action des antioxydants d’origine enzymatique.

Enzyme Mécanisme d’action Superoxyde dimustase C’est une métalloprotéine contenant du manganèse, (SOD EC 1.15.1.1) cuivre et de zinc. •- Elle élimine le radical superoxyde O2 en le transformant

en peroxyde d’hydrogène (H2O2) (Simonoff et al., 1991).

Glutathion peroxydase (GSH- Élimination du H2O2, et le hydroperoxyde lipidique PxEC1.11.1.9) (ROOH), en association avec le glutathion pour donner respectivement une molécule d’eau et (ROH) (Pokorny et al., 2001 ; Gapinska et al., 2008)

Catalase (CAT EC1.11.1.6) Transformation du H2O2 en simple molécule d’eau (Iriti et al., 2008).

Glutathion réductase Régénération du glutathion réduit (GHS) (Aurousseau, 2002).

Partie matériel et méthodes

Matériel et méthodes

Chapitre I : Matériel végétal

1. Choix de l’espèce Dans ce travail, nous nous sommes intéressés à évaluer l’activité antioxydante de la plante Anabasis articulata, qui pousse à l’état spontané dans la région de Béchar. Cette espèce est très utilisée en médecine traditionnelle algérienne par les populations locales comme un antidiabétique.

2. Matériel végétal Les rameaux de la plante A. articulata ont été collectés pendant le mois du mai 2011 dans la région de Béchar. L’identification botanique de l’espèce a été réalisée au niveau du laboratoire d’Écologie et de Gestion des Écosystèmes sous la direction des docteurs M. Hassani F. et Boudghen Stambouli H., Département d’Écologie, Faculté des Sciences de la Nature et de la Vie et des Sciences de la Terre et de l’Univers, Université de Tlemcen. Un échantillon de référence est conservé au niveau du laboratoire sous la référence suivante : L. 754 pour A. articulata (Forsk) Moq.

3. Station géographique Les caractéristiques géographiques de la station d’étude de notre récolte sont représentées dans le tableau 2.

Tableau 02 : Les caractéristiques géographiques et bioclimatiques d’A. articulata (Encarta, 2009).

Plante Station Période de Longitude Latitude Etage Partie étudiée récolte (Ouest) (Nord) géographique Anabasis Béchar Mai 2011 2°14′ 31°38′ Saharien Rameaux articulata

12 Matériel et méthodes

Figure 02 : La situation géographique de la wilaya de Béchar (Encarta 2007). : Station d’échantionnage.

4. Conservation de la plante Après la récolte, le matériel végétal est séché à l’ombre, à une température ambiante, dans un endroit sec et à l'abri de l’humidité pendant quelques jours, puis conservé dans des sacs en papier.

13 Matériel et méthodes

Chapitre II : Extraction des alcaloïdes Dans notre étude, l’extraction des alcaloïdes d’Anabasis articulata à partir des rameaux se fait par des solvants organiques.

1. Dégraissage de la plante Avant d’entamer les extractions des alcaloïdes, la poudre végétale a subit un dégraissage en utilisant l’éther du pétrole pendent 24h. Après filtration, la poudre est séchée dans l’étuve à 37°C.

2. Extraction des alcaloïdes par des solvants organique Nous avons utilisé deux méthodes d’extraction des alcaloïdes à partir de la poudre végétale d’A. articulata :  Extraction des alcaloïdes par des solvants apolaires,  Extraction des alcaloïdes par des solvants polaires.

2.1. Extraction par des solvants apolaires Pour extraire les alcaloïdes basiques, nous avons utilisé la méthode conventionnelle de Stas–Otto. Cette technique est basée sur deux étapes principales (Kalla, 2012) :

 On traite la poudre de la plante avec une base faible telle que l’ammoniac on libère les alcaloïdes de leur forme salée et on les extrait avec un solvant apolaire tel que le chloroforme. L'extraction se fait par macération, On obtient ainsi un déchet de la plante et un filtrat contenant les alcaloïdes sous forme basique.  La purification est faite par extraction liquide – liquide. La phase organique basique est lavée par une eau acidifiée dans une ampoule à décanter. La figure 03 ci-dessous présente les différentes étapes utilisées pour l'extraction des alcaloïdes basiques purs par des solvants apolaire.

14 Matériel et méthodes

65g de la plante broyée

Extraction par 133 ml éther de pétrole à (24h) ; T. ambiante.

Précipité de marc Solution éther de pétrole

1- Ajout d’ammoniac 200 ml (24h) 2- Ajout de chloroforme 130 ml (24h)

Solution de CHCl3 des alcaloïdes + précipité Précipité

1- Concentré + H2SO4 2%

Phase aqueuse acidifiée des sels alcaloïdes Solution de CHCl 3

1- Ajout d’ammoniac 200 ml (24h) 2- Ajout de chloroforme 130 ml (24h)

Solution de CHCl3 des alcaloïdes Solution de H2SO4 conservé

Lavage par eau distillée (V/V)

Phase CHCl3 (Alcaloïdes basiques purs (E3)

Evaporation à sec 60° C

Récupéré par 5 ml du méthanol (CH3OH)

Figure 03: Protocol d’extraction des alcaloïdes basiques purs par la méthode Stas-Otto (Kalla, 2012).

15 Matériel et méthodes

2.2. Extraction par des solvants polaires Dans ce type d’extraction, nous avons procédé à deux méthodes d’extraction pour extraire :  Les alcaloïdes totaux selon la méthode de Harborne (1998) ;  Les alcaloïdes tétravalents et basiques selon la méthode de Stas -Otto.

a) Extraction des alcaloïdes totaux Cette famille a été obtenue selon la méthode de Harborne (1998). Une quantité de 65g de la poudre des rameaux a été extraite par 100 ml du méthanol pendant 24 h. Le résidu a

été évaporé à sec à 60 °C puis repris par 130 ml du chloroforme (CHCl3) et acidifié par d’HCl

à 5%, pH= 3. La phase aqueuse acide a été extraite par 130 ml du CHCl3 et basifiée par

Na2CO3 à 5%, pH=9. La phase chloroformique a été évaporée. Le résidu sec qui représente les alcaloïdes totaux repris par 3 ml du chloroforme . La figure 03 résume les principales étapes d’extraction des alcaloïdes totaux.

16 Matériel et méthodes

65g de la plante broyée

Extraction par 133 ml d’éther de pétrole pendant 24h et T. ambiante

Précipité de Marc Solution éther de pétrole

Ajout de 100 ml du méthanol 24h

Extrait méthanolique

Evaporation à sec à 60°C

Résidu sec repris par 130 ml du CHCl3 Acidification par HCL à 5%, PH=3

Phase aqueuse acide Phase chloroformique

1- Extraction par 130 ml du CHCl3 +

2- Basification par Na2CO3 à 5%, pH=9

Phase chloroformique (Alcaloïdes totaux : E1)

Evaporation à sec à 60°C

Récupération par 3 ml du CHCl3

Figure 04 : Protocole d’extraction des alcaloïdes totaux (Harborne, 1998).

17 Matériel et méthodes

b) Extraction des alcaloïdes tétravalents et basiques Une quantité de 65 g de la plante est extraite par le mélange méthanol-eau. La solution obtenue est concentrée puis additionnée de l’acide sulfurique (H2SO4) à 2%. Après la filtration, la solution aqueuse acidifiée est extraite par le carbonate de sodium puis par l’acétate d’éthyle, on obtient deux phases : phase aqueuse et phase organique. Après l’évaporation à sec, la phase organique contenant les alcaloïdes basiques (E2.1) est reprise par

3 ml du méthanol (CH3OH) et la phase aqueuse contenant les alcaloïdes tétravalents (E2.2) est reprise par 20 ml de l’eau distillée (E.D). La figure ci-dessous présente les différentes étapes utilisées pour l'extraction des alcaloïdes tétravalents et basiques par des solvants polaires.

18 Matériel et méthodes

65g de la plante broyée

Extraction par 133 ml d’éther de pétrole pendent 24h à T. ambiante

Précipité de marc Solution d’éther de pétrole

Extraction par le mélange méthanol/eau (V/V) (100 ml/ 100ml)

Solution méthanolique Précipité de marc

1- Concentrée + ajout H2SO4 à 2% 2- Filtration

Solution acidifiée des sels des alcaloïdes

1- Ajout de Na2CO3 à PH=9 2- Extraction par l’acétate d’éthyle

Phase organique contenant les alcaloïdes basiques Phase aqueuse contenant les (E2.1) alcaloïdes tétravalents (E2.2) Evaporation à sec à 60 ° C les deux phases

Récupération dans 20 ml de l’E.D Récupération dans 3 ml du CH3OH

Figure 05: Protocole d’extraction des alcaloïdes tétravalents et basiques par la méthode Stas- Otto (Kalla, 2012).

19 Matériel et méthodes

3. Détermination du rendement

Le rendement désigne la masse de l’extrait déterminée après évaporation du solvant, il est exprimé en pourcentage par rapport à la masse initiale de la plante soumise à l’extraction (Harborne, 1998). Les pourcentages des extraits ont été calculés par la formule suivante

R(%)= M/M0 x100

R : Rendement exprimé en %.

M : Masse en gramme de l’extrait sec résultant.

M0 : Masse en gramme du matériel végétal à traiter.

20 Matériel et méthodes

Chapitre III : Étude du pouvoir antioxydant

1. Introduction L’étude de l’activité antioxydante in vitro des alcaloïdes des rameaux d’A. articulata a été réalisée par trois méthodes à savoir : la capacité antioxydante totale (CAT), le piégeage du radicale libre DPPH et la B-carotène.

2. Capacité antioxydante totale (CAT) a)Principe

La capacité antioxydante totale (CAT) de l’extrait est évaluée par la méthode de phosphomolybdène de Prieto et al (1999). Cette technique est basée sur la réduction de 2- molybdène Mo (VI) présent sous la forme d’ions molybdate MoO4 à molybdate Mo (V) + MoO2 en présence de l’extrait pour former un complexe vert de phosphate /Mo(V) à pH acide . b) Mode opératoire Un volume de 0.3 ml de l’extrait des alcaloïdes est mélangé avec 3 ml de solution de réactif (acide sulfurique 0.6M, phosphate de sodium 28 mM et molybdate d’ammonium 4 mM). Les tubes sont visés et incubés à 95°C pendant 90 min. Après, refroidissement, l’absorbance des solutions est mesurée à 695 nm contre le blanc qui contient 3 ml de la solution du réactif et 0.3 ml du méthanol et il est incubé dans les mêmes conditions que l’échantillon. La capacité antioxydante totale est exprimée en milligramme équivalent d’acide ascorbique par gramme de matière sèche (mg EAA/g MS). Les expériences sont répétées deux fois.

3. Piégeage du radical DPPH•

a) Principe

Le 2,2-diphényl-1-picrylhydrazyle (DPPH•) est un radical stable qui absorbe dans le visible à la longueur d’onde de 515 à 520 nm (Bandoniene et al., 2002 ; pavlov et al., 2002 ; Gazi et al., 2004). Le DPPH, initialement violet, est décoloré lorsque l’électron célibataire s’apparie. Cette décoloration est représentative de la capacité de l’extrait à piéger ce radical libre indépendamment de toutes acticités enzymatiques (Djeridane et al., 2006).

21 Matériel et méthodes

b) Mode opératoire

L’effet de l’extrait d’A. articulata sur le (DPPH•) est mesuré par la procédure décrite par Sanchez et ces collaborateurs (1998). Un volume de 50 μl de différentes concentrations (0.5, 1, 2, 3, 4) de l’extrait des alcaloïdes exprimées en mg/ml est ajouté à 1.950 μl de la solution méthanolique du DPPH (0.025 g/l) fraîchement préparée. L’absorbance est mesurée à 515 nm après 30 min d’incubation à la température ambiante. Les pourcentages d’inhibition (%) du radical DPPH sont calculés à partir de la formule suivante : % d’inhibition = [(DOtémoin –DOéchantillon) / DOtémoin] * 100

Où : DOtémoin : représente l’absorbance du contrôle sans extrait après 30 min. DOéchantillon : représente l’absorbance en présence d’extrait après 30 min.

La variation des pourcentages d’inhibition en fonction des concentrations d’extrait nous a permet de calculer la concentration efficace (efficient concentration value : EC50). Cette dernière est définie comme la quantité d’antioxydant nécessaire pour diminuer la concentration initiale du radical DPPH à 50 %.

4. Test de blanchiment de β-carotène couplé à l’auto-oxydation de l’acide linoléique

a)Principe

Le β-carotène est physiologiquement un composé important reconnu par sa forte activité biologique. Dans l’industrie agro-alimentaire, il est utilisé dans les boissons comme un agent de coloration et sa décoloration indique la réduction de qualité de ces produits (Bougatef et al., 2009). Cependant, dans le test du blanchiment du β-carotène, la présence des 11 paires de doubles liaisons rend le β-carotène extrêmement sensible aux radicaux libres dérivés d’hydroperoxydes qui sont formés à partir de l’oxydation d’acide linoléique dans un système émulsion aqueuse en résultant le blanchiment du β-carotène (Unten et al., 1997). La présence des antioxydants comme les polyphénols réduisent l’ampleur de la destruction du β-carotène en neutralisant les hydroperoxydes et d’autres espèces radicalaires formées à l’intérieur de ce système.

22 Matériel et méthodes

Le test de blanchiment de β-carotène utilisé pour évaluer l'activité antioxydante des extraits de notre plantes est celui du Sun et Ho (2005).

b) Mode opératoire

Une quantité de 2 mg de β-carotène est dissous dans 10 ml de chloroforme. On prélève 1ml de cette solution dans une fiole contenant préalablement 200 mg Tween 40 et 20 μl d’acide linoléique. Cette solution est évaporée au rotavapeur jusqu’à disparition de l’odeur du chloroforme. Puis, un volume de 100 ml de l’eau oxygénée diluée est ajouté dans la fiole et le mélange résultant est agité vigoureusement. Dans des tubes à vis, l’émulsion β-carotène/acide linoléique de 4 ml est additionnée à 200 μl des extrais d’alcaloïdes de différentes concentrations. Après une agitation proprement dite, l’absorbance est mesurée immédiatement à 470 nm ce qui correspond à t = 0 min contre le blanc contenant l’émulsion sans β-carotène. Les tubes bien fermés sont placés dans un bain marie à 50°C pendant 120 min. Ensuite, l’absorbance de chaque extrait est mesurée à 470 nm à t = 120 min. Le control négatif est constitué par 200 μl de méthanol au lieu de l’extrait. Tous les échantillons sont répétés en deux essais. L'activité antioxydante (%) des extraits est évaluée en termes de blanchiment de β- carotène en employant la formule suivante :

Pourcentage d’inhibition%= [(AA(120) – Cc(120)) / (Cc(0) – CC(120))]*100

Où AA(120) : représente l’absorbance en présence de l’extrait (antioxydants) à 120 min ;

Cc(120) : représente l’absorbance du contrôle à 120 min ; Cc(0) : représente l’absorbance du contrôle à 0 min.

La valeur EC50 est définie comme la concentration des antioxydants correspondant à 50 % d’inhibition. Elle est calculée en traçant la courbe des pourcentages d’inhibition en fonction des concentrations de l’extrait.

Partie résultats et discussion

Résultats et discussion

Chapitre I : Rendements des extraits secs en alcaloïdes des rameaux d’A. articulata

L’extraction de différents extraits d’alcaloïdes nous ont permis de calculer le rendement de chaque extrait exprimé en pourcentage (%). Trois méthodes d’extractions ont été utilisées par des solvants polaires et apolaires à partir d’une quantité de 65 g des rameaux d’A.articulata. Les résultats obtenus sont illustrés dans la figure 06 suivante :

Figure 06 : Rendements en pourcentage (%) des extraits des alcaloïdes d’A. ariculata E1 : Alcaloïdes totaux (récupérés par le chloroforme) ; E2.1 : Alcaloïdes basiques (récupérés par l’eau distillée) ; E2.2 : Alcaloïdes tétravalents (récupérés par le méthanol) ; E3 : Alcaloïdes basiques purs (récupérés par le méthanol).

Nous remarquons que l’extrait E2.2 a enregistré le rendement le plus élevé de l’ordre de 12.477% suivi par l’extrait E3 avec une valeur de 3.578%. En ce qui concerne les extraits E2.1 (1.077%) et E1 (0.377%), les pourcentages enregistrés sont faibles. Nous pouvons dire que la méthode Stas-Otto en utilisant le mélange Méthanol/Eau est adéquate pour extraire les alcaloïdes à partir des rameaux d’A. articulata.

24 Résultats et discussion

Des travaux réalisés sur la plante A. articulata ont montré que l’extrait méthanolique a un rendement élevé de l’ordre de 28% (Abdallah et al.; 2014). D’autres auteurs ont confirmé que cette espèce a toujours un rendement important en alcaloïdes de l’ordre de 5.95 ± 0.25% par rapport à d’autres constituants (Benhammou et al., 2013).

25 Résultats et discussion

Chapitre II : Étude de l’activité antioxydante des alcaloïdes

Dans notre étude, l’évaluation du pouvoir antioxydant in vitro des extraits des alcaloïdes a été réalisée par trois tests chimiques à savoir : la capacité antioxydante totale (CAT), le piégeage du radical libre DPPH et le blanchiment du β-carotène.

1. Méthode de la capacité antioxydante totale (CAT) : La figure 07 montre que les quatre extraits des alcaloïdes ont présenté des capacités antioxydantes différentes exprimées en milligramme équivalents d’acide ascorbique par gramme de matière sèche (mg EAA/g MS).

Figure 07: Capacité antioxydante totale des extraits des alcaloïdes des rameaux d’A. articulata. E1 : Alcaloïdes totaux (récupérés par le chloroforme) ; E2.1 : Alcaloïdes basiques (récupérés par l’eau distillée) ; E2.2 : Alcaloïdes tétravalents (récupérés par le méthanol) ; E3 : Alcaloïdes basiques purs (récupérés par le méthanol).

Nous distinguons que la meilleure capacité antioxydante totale observée est celle de l’extrait d’alcaloïdes tétravalents (E2.2) avec une valeur de 14,742 ± 0,224 mg EAA/g MS,

26 Résultats et discussion suivi par les alcaloïdes basiques purs (E3) (8.729  0.464 mg EAA/g MS). Pour les deux extraits E2.1 et E1 (alcaloïdes basiques et totaux), les valeurs de CAT enregistrées sont faible et égales à 1.030  0.478 et 0.684  0.169 mg/EAA/g MS, respectivement. Ces résultats sont en accord avec ceux de Benhammou et al (2013) qui ont révélé que l’extrait alcaloïdique de notre espéce à une forte capacité antioxydante totale. D’autres familles telles que les composés phénoliques, flavonoides et proanthocyanidines ont montré aussi la présence des capacités antioxydantes importantes chez A. articulata (Belyagoubi- Benhammou et al., 2014).

2. Méthode du piégeage du radical libre DPPH • L’activité antioxydante des extraits des alcaloïdes d’A. articulata vis-à-vis du radical libre DPPH a été évaluée par le spectrophotomètre en basant sur la réduction de ce radical qui s’accompagne par son passage de la couleur violette à la couleur jaune mesurable à 515 nm. Cette capacité de réduction est déterminée par une diminution de l’absorbance induite par des substances anti-radicalaires (Majhenic et al., 2007). Les résultats exprimés en pourcentage d’inhibition de la réduction du DPPH en fonction des différentes concentrations des extraits des alcaloïdes sont représentés dans la figure 08.

27 Résultats et discussion

Figure 08 : Pourcentage d’inhibition (%) du radical DPPH en fonction des concentrations des extraits des alcaloïdes d’A. articulata. E1 : Alcaloïdes totaux (récupérés par le chloroforme) ; E2.1 : Alcaloïdes basiques (récupérés par l’eau distillée) ; E2.2 : Alcaloïdes tétravalents (récupérés par le méthanol) ; E3 : Alcaloïdes basiques purs (récupérés par le méthanol).

A partir de cette figure, nous observons que le pourcentage d’inhibition augmente avec l’augmentation de la concentration, ce qui explique que ces extraits possèdent des activités anti-radicalaires différentes. A la concentration 0.5 mg/ml, le pourcentage d’inhibition le plus élevé est celui de l’extrait E3 (alcaloïdes basiques purs : 24.60%), suivi par l’extrait E2.1 (alcaloïdes basiques : 23.09%). Les autres extraits E1 et E2.2 ont révélé des pourcentages d’inhibition faibles à raison de 5.17% et 5.01%, respectivement, à la même concentration. A la concentration 4 mg/ml, l’extrait alcaloïdiques basiques (E2.1) a enregistré un pourcentage d’inhibition le plus important de l’ordre de 80.12% comparativement avec les alcaloïdes basiques purs (E3) avec un pourcentage de 71.55%. Pour les autres extraits alcaloïdiques E1 et E2.2, les pourcentages marqués sont de 40.79% et 13.50%, respectivement à la même concentration. Afin de comparer l’efficacité de ces extrais, nous avons déterminé expérimentalement la concentration EC50, ce paramètre a été présenté pour définir la concentration efficace du substrat qui cause la réduction de 50% de DPPH en solution. Plus la valeur EC50 est petite, plus l’activité de l’extrait testé est grande.

28 Résultats et discussion

D’après le tableau N° 03, nous remarquons une activité antioxydante élevée de l’extrait E3 avec une valeur égale à 1.242 ± 0.168 mg/ml, qui est proche à celle de l’extrait E2.1 (1.380 ± 0.037 mg/ml). Pour l’extrait E1, sa capacité réductrice du radical DPPH est faible et égale à 5.350 ± 0.022 mg/ml. Alors que, l’extrait E2.2 n’a pas de valeur EC50 dans les conditions opératoires testées.

Tableau03 : Concentrations EC50 des extraits des alcaloïdes d’A. articulata obtenues par le test DPPH.

Extraits EC50 (mg/ml) E1 5.350 ± 0.022 E2.1 1.380 ± 0.037 E2.2 / E3 1.242 ± 0.168

D’après les valeurs de la concentration EC50, le classement de l’efficacité des extraits par ordre décroissent est le suivant : E3 > E2.1> E1. Concernant la littérature, l’étude reportée par Chaib et al. (2015) a prouvé que les extraits d’A. articulata pour les parties ariennes ne possèdent aucune activité à piéger le DPPH. Le travail réalisé par Benhammou et al. (2013) a montré que l’extrait alcaloïdique des tiges d’A. articulata a une activité importante à piéger le DPPH avec une concentration EC50 de 1.30 ± 0.02 mg/ml Une étude récente a montré que les alcaloïdes présents dans l’extrait méthanolique des tiges d’A. articulata a un pouvoir antioxydant important à piéger le radical libre DPPH avec une concentration de EC50 égale à 94.7 μg/ml (Abdulsahib et al., 2016). Les extraits éthanolique et d’acétate éthyle d’A. articulata ont un pouvoir anti- radicalaire élevé contre le radical DPPH avec des pourcentages d’inhibition de 71.83 et 51.27%, respectivement à une concentration de 250 ug/ml (Hamdoon et al., 2013).

29 Résultats et discussion

3. Test de blanchiment de β-carotène D’après la figure 09, le pourcentage d’inhibition de l’activité antioxydante par le système β-carotène/acide linoléique est proportionnel à la concentration. Tous les extraits des alcaloïdes inhibent le blanchiment du β-carotène à différentes valeurs par le piégeage des radicaux libre.

Figure 09: Pourcentages d’inhibition du blanchiment du β -carotène en fonction des concentrations des extraits des alcaloïdes d’A. articulata.

E1 : Alcaloïdes totaux (récupérés par le chloroforme) ; E2.1 : Alcaloïdes basiques (récupérés par l’eau distillée) ; E2.2 : Alcaloïdes tétravalents (récupérés par le méthanol) ; E3 : Alcaloïdes basiques purs (récupérés par le méthanol).

A la concentration 4 mg /ml, les extraits E3 et E2.2 ont présenté des pourcentages d’inhibition les plus élevés de l’ordre de 71.46% et 70.98%, respectivement, ce qui signifie une meilleure activité antioxydante. Pour l’extrait E2.1, le pourcentage d’inhibition est de l’ordre de 68.10% à la même concentration. Concernant l’extrait E1, son activité inhibitrice est égale à 45.45% seulement à la concentration 0.125 mg/ml.

30 Résultats et discussion

Les valeurs EC50 calculées dans le tableau 04, nous ont permis d’évaluer et comparer l’efficacité des extraits. Plus la valeur est petite, plus l’activité antioxydante à piéger les radicaux libres formés à partir de l’oxydation d’acide linoléique est élevée.

Tableau 04 : Concentrations EC50 des extraits des alcaloïdes d’A. articulata par le système β- carotène/acide linoléique.

Extraits EC50 (mg/ml)

E1 0.353 ± 0.175

E2.1 0.372 ± 0.086

E2.2 2.313 ± 0.557

E3 0.943 ± 0.027

Les extraits E1 et E2.1 constituent des bons piégeurs des radicaux libres en comparant avec les autres extraits, leurs concentrations EC50 sont égales à 0.353 ± 0.175 et 0.372 ± 0.086 mg/ml, respectivement. Alors que les extraits E3 et E2.2 ont révélé des activités considérables avec des concentrations de 0.943 ± 0.027 et 2.313 ± 0.557 mg/ml, respectivement. Benhammou et al (2013) ont reporté que les alcaloïdes sont capables d'inhiber le blanchiment du β-carotène en éliminant les radicaux libres avec une concentration EC50 égale à 1.67 ± 0.22 mg/ml. L’étude portée par Belyagoubi-Benhammou et al. (2014) a montré que l’extrait méthanolique des rameaux d’A. articulata, inhibent le blanchiment du β-carotène avec un pourcentage d’inhibition important de l’ordre de 65.13% à une concentration de 4 mg/ml dont la concentration EC50 égale à 2.60 ± 0.18 mg/ml. Une étude réalisée par Shakeri et al (2012) a montré que les extraits acétate d’éthyle et méthanolique d’A. aphylla ont une très forte activité antioxydante à piéger les radicaux libres du β-carotène avec des pourcentages d’inhibition de 81.8% et 79.3%, respectivement.

31 Résultats et discussion

4. Relation Classes -activité Plusieurs travaux ont confirmé que plusieurs plantes sont pourvues d’alcaloïdes y compris A. articulata et A. setiferae (Eman, 2011). Dans la figure 10 , la relation entre les rendements et les tests du pouvoir antioxydants (CAT, test DPPH et test β–carotène) de chaque extrait a montré l’efficacité d’utiliser des techniques différentes et complémentaires du pouvoir antioxydant d’une part, et d’autre part pour suggérer l’indépendance de ces rendements dans ces tests et que la composition et la structure chimique qui déterminent le pouvoir antioxydant important de l’extrait.

Valeurs

Extraits des alcaloïdes Figure 10 : Relation entre les tests du pouvoir antioxydant et les rendements. E1 : Alcaloïdes totaux (récupérés par le chloroforme) ; E2.1 : Alcaloïdes basiques (récupérés par l’eau distillée) ; E2.2 : Alcaloïdes tétravalents (récupérés par le méthanol) ; E3 : Alcaloïdes basiques purs (récupérés par le méthanol).

Dans les extraits alcaloïdiques tétravalents (E2.2) et alcaloïdiques basiques purs (E3), plus le rendement augmente, plus la capacité antioxydante totale (CAT) est élevée contrairement aux tests du piégeage du radical DPPH et du β –carotène. Par contre les rendements des extraits alcaloïdiques totaux (E1) et alcaloïdiques basiques (E2.1) ont une relation intermédiaire avec les techniques : piégeage du radical DPPH, l’inhibition de l’autoxydation du β –carotène et la CAT. On peut expliquer ça par la synergie des alcaloïdes et que cette activité antioxydante ne dépend pas uniquement du rendement mais elle dépend aussi de la structure des molécules

32 Résultats et discussion selon l’étude de Maatalah et al., (2012). Ces auteurs ont montré que l’extrait aqueux des feuilles d’A. articulata contient des alcaloïdes tertiaires et des alcaloïdes quaternaires en tant qu’agents antimicrobiens. Autre étude confirme aussi que la présence des alcaloïdes tertiaires et quaternaires ont un effet antidiabétique (Kambouche et al., 2009 (b) ). D’autres auteurs ont montré que l’activité antioxydante contre le radical DPPH dépend aussi de la nature des alcaloïdes, par exemple pour l’alcaloïde pyrrole a signalé une très forte capacité à piéger ce radical (El-Desouky et al., 2007), contrairement à la quinoléine qui présente une activité moyenne( Rajbir et al., 2015). Nous notons aussi que les alcaloïdes d’A. aphylla tel que, l’anabasine, luponine, apilupinine, anabasamine et la méthylanaphyllinate ont une activité anti-cholinestérase mais cette activité dépend des structures de ces molécules (Tilyabaev et al., 1998). De même, une recherche récente a montré que les alcaloïdes d’A. articulata extraits par le méthanol et par le chloroforme ont un effet anti-angiogénique qui dépend de la nature de chaque extrait (Abdulsahib et al., 2016).

Conclusion générale

Depuis fort longtemps, les plantes jouent un rôle important dans la médecine traditionnelle et la recherche scientifique s’intéresse essentiellement pour la découverte de nouvelles substances bioactives car elles sont une source naturelle de futurs médicaments. Dans notre travail, on s’intéresse à l’étude du pouvoir antioxydant de différents extraits des alcaloïdes des rameaux de la plante médicinale et saharienne A. articulata, appartenant à la famille Amaranthacées. Cette espèce est l’une des plantes la plus intéressantes dans la flore algérienne et la plus utilisée par les thérapeutes traditionnels contre le diabète.

Les résultats obtenus de ce travail nous ont permis de conclure :  Le rendement le plus élevé est celui des alcaloïdes tétravalents (E2.2) avec une valeur de 12.47 %.  Concernant la CAT, la meilleure capacité est obtenue avec l’extrait des alcaloïdes tétravalents (E2.2) avec une valeur de 14.742  0.224 mg EAA/g MS pour.  L’extrait E3 qui correspond aux alcaloïdes basiques purs a enregistré la • meilleure activité du piégeage du radical libre DPPH à une concentration EC50 égale à 1.242 ± 0.168 mg/ml.  Tous les extraits alcaloïdiques ont une activité inhibitrice du blanchiment du β –carotène, le plus élevé est celui de l’extrait E3 (alcaloïdes basiques purs) à

une concentration EC50 égale à 0.943 ± 0.027 mg/ml.

Cette étude reste toutefois incomplète, il serait donc important de complémenter ce travail par d’autres méthodes citant à titre d’exemple :  Élargir les tests antioxydants en utilisant d’autres méthodes in vivo et in vitro.  Évaluation et identification de différents composés bioactives en utilisant la technique chromatographique.  Étudier d’autres pouvoirs comme le pouvoir anti-inflammatoire, anticancéreux.

Références bibliographiques

A Abdallah, M., Abdel-Naim, B., Ashour, M., Shehata, A., Abdel-Sattar, E A. (2014). Anti-infl ammatory activity of selected plants from Saudi Arabia. Zeitschrift für Naturforschung, 69(1-2) : 1 – 9. Abdulsahib, K., Abdulkareem, A., Ban Jumaa, Q., Hayder, S. (2016). Antiangiogenesis and antioxidant effect of Anabasis articulata stems Extracts. International Journal of Pharmaceutical Sciences Review and Research, 41(2): 88-94. Asekun, O.T., Adeniyi, B.A. (2004). Antimicrobial and cytotoxic activities of the fruit essential oil of Xylopia aethiopica from Nigeria. Fitoterapia, 75 :368-370. Atik Bekkara, F., Benhammou, N., Panovska, K.T. (2008). Biological activity of essential oil and the extract of the extract of the phenolic compounds of Inula viscosa of the area of Tlemcen (Algeria). Advances in Food Science, 30 (3): 132-139. Aurousseau. (2002). Les radicaux libres dans l’organisme des animaux d’élevage conséquence sur la reproduction la physiologie et la qualité de leurs produits. INRA prod. Anim, 15,67-82.

B Badiaga, M. (2011). Etude enthobotanique ;phytochimique et activité biologique Nauclea latifolia Smith., une plante médicinale Africaine récoltée au Mali. Thèse de doctorat en chimie organique. Université de Bamako. Bahorun, T., Gressier, B., Trotin, F., Brunet, C., Luyckx, M., Vasseur, J., Gazin,M., Gazin, J.C., Pinkas, M. (1996). Oxygen species svavening activity of phenolic extracts from hawthorn fresh plant organs and pharmaceutical preparations. Arznei. Forschung, 46(11) : 1086-1089. Batanouny, K.H. (1999). Wild medicinal plants in Egypt. Academy of Scientific Research and Technology, Egypt and International Union for Conservation (IUCN), Switzerland. Bandoniene, D., Murkovic, M., Pfannhauser, W., Venskutonis, P.R., Gruzdiene, D. (2002). Detection and activity evaluation of radical scavenging compounds by using DPPH free radical and online HPLC-DPPH methods. Eur Food Res Technol, 214: 143- 147. Bekhechi, C., Atik Bekkara, F., Consiglio, D., Bighelli, A., Tomi, F. (2012). Chemical Variability of the essential oil of Juniperus phoenicea var. turbinate from Algeria. Chemistry and Biodiversity, (9): 2743-2753. 35 Références bibliographiques

Belarbi-Benmahdi, M., Khaldi, D., Beghdad, C., Gouzi, H., Bendimerad, N., Hammouti, B. (2009). Physicochemical and nutritional study of argan oil (Argania spinosa L.) in south western Algeria. Pigment and Resin Technology, 38 (2), 96–99. Belyagoubi-Benhammou, N., Belyagoubi, L., Bechlaghem, N., Ghembaza, N., Atik Bekkara, F. (2017). Assessment of antioxidant potential and phytochemical analysis of Pituranthos scoparius crude extract and its fractions. Oriental Pharmacy and Experimental Medicine, 17(1): 51–57. Belyagoubi-Benhamou N., Belyagoubi, L., Bekkara, F. (2014). Phenolic contents and antioxidant activitiesin vitro of some selected Algerian plants. Journal of medical plant research, 8(40), 1198-1207. Bendimerad, N., Taleb Bendiab, S.A., Breme, K., Fernandez, X. (2007). Essential oil composition of aerial parts of Sinapis arvensis L. from Algeria. J. Essent. Oil Res, 19 : 206-208. Benhammou, N., Atik Bekkara, F., Panovska, K.T. (2008). Antioxidant and antimicrobial activities of the Pistacia lentiscus and Pistacia atlantica extracts. African Journal of Pharmacy and Pharmacology, 2: 022-028. Benhammou, N., Ghembaza, N., Benabdelkader, S., Atik-Bekkara, F., Kadifkova Panovska, T. (2013). Phytochemicals and antioxidant properties of extracts from the root and stems of Anabasis articulata. Int Food Res J, 20:2057–2063. Bhat, S, V., Nagasampagi, B, A., Sivakumar, M. (2005). Chemistry of Natural Products. Ed Narosa, New Delhi, 237. Bougatef, A., Hajji, M., Lassoued, I., Triki-Ellouz, Y., Nasri, M. (2009). Antioxidant and freeradical-scavenging activities of smooth hound (Mustelus mustelus) muscle protein hydrolysates obtained by gastrointestinal proteases. Food. Chem, 114: 1198-1205. Bruneton, J. (1993). Pharmacognosie, phytochimie Plantes médicinales, technique et documentation, p.266-275-2ème édition. Lavoisier. Paris. Bruneton, J. (1999). Pharmacognosie : Phytochimie, Plantes Médicinales. 3ème édition, Lavoisier Techniques & Documentation, Paris. Bruneton, J. (2009). Pharmacognosie, phytochimie, plantes médicinales. Paris, 4éme Edition Lavoisier.

C Calderon-Justavio., Angela, Isabel. (2002). Phytochemical stydy of plants from panama “Henriettella faxicularis”(SW) C. Wright and “Miconia serrulata”(DC) Naud. 36 Références bibliographiques

(Melastomataceae) and chemotaxonomic comparison of “justacia Species (Acanthaceae). Thése de doctorat, Lausane. Chai, F., Sahki, R., Sabaou, N., Rached, W., Bennaceur, M. Phytochemical Investigation and Biological Activities of Some Saharan Plants from Hoggar.7 (163). 1916-9760 Chen, Y., Luo, Q., Sun, M., Corke, H. (2004). Antioxidant activiti and phenolic compounds of 112 traditional chinese medicinal plants associated with anticancer. Life Sci, 74 :2157-2184. Chopra, I.C (1956). Glossary of Indian medical plants. Concil of scientific industrial research.New Delhi, 219.

D Dacosta Y. (2003). Les phytonutriments bioactifs : 669 références bibliographiques. Ed. Yves Dacosta, Paris, 317. Diallo, A. (2005). Etude de la phytochimie et des activités biologiques de Syzygium guineense Willd (Myrtaceae). Thèse de Doctorat en Pharmacie. Faculté de Médecine, de Pharmacie et d’Odonto- Stomatologie de Bamako, Mali. Djeridane, A., Yousfi, Y., Brunel, J.M., Stocker, P. (2010). Isolation and characterization of a new steroid derivative as a powerful antioxidant from Cleome arabica in screening the in vitro antioxidant capacity of 18 Algerian medicinal plants. Food Chem Toxicol, 48: 2599–2606. Du, H., Wang, Y., Hao, X., Li, C., Peng, Y., Wang, J., Liu, H., Zhou, L. (2009). Antimicrobial phenolic compounds from Anabasis aphylla L. Nat Prod Commun, 4 (3): 385-8. Dupont, F., Guignard, J.L. (2007). Abrèges botanique systématique moléculaire. 14ème édition révisée, Masson.

E Eman, A. (2011). Phytochemical screening on different plant parts of some succulent plants of Egypt. New York Science Journal, 4 (2) :15-18.

F Ferradini, C. (1986). Espèces activées radicalaires de l’oxygène. Biochimie, 68 : 779-785. 37 Références bibliographiques

Favier, A. (2003). Le stress oxydant : intérêt conceptuel et expérimental dans la compréhension des mécanismes des maladies et potentiel thérapeutique. L'Actualité chimique, (11)108-117. Favier, A. (2006). Stress oxydant et pathologies humaines. Ann. Pharm. Fr, 64: 390-396. G Gapinska, M., Sklodowska, M., Gabara, B. (2008). Effect of short- and long-term salinity on the activities of antioxidative enzymes and lipid peroxidation in tomato roots Acta Physiol. Plant, 30. 11-18 Gazi, M.R., Kanda, K., Yasuda, M., Kato, F. (2004). Optimisation of cultural conditions and some properties of radical scavenging substances from Sporobolomyces salmonicolor. Pakistan Journal Biol. Sci, 7(8): 1365-1370. Ghembaza, N., Belyagoubi-Benhammou, N., Atik Bekkara, F. (2016). Separation and identification of bioactive compounds in Anabasis articulata (Forsk) Moq. Natural Product Research, 30(7):857-9.

H Haleng, J., Pincemail, J., Defraigne, J.O., Charlier, C., Chapelle, J.P. (2007). Le stress oxydant. Review Med Liège, 62: 10 : 628-638 Hamdoon, A., Mohammed, K., Awad, A. (2013) Antioxidant and quantitative estimation of phenolic and flavonoids of three Halophytic Plants Growing in Libya. Journal of Pharmacognosy and Phytochemistry, 2 (3): 89-94 Hammiche, V., Maiza, K. (2006). Traditional medicine in Central Sahara : Pharmacopoeia of Tassili N’ajjer. J. Ethnopharmacol, 105 : 358–367. Harbone, J.B. (1995). Introduction to Ecological Biochemistry, 4th Ed; Academic Press: London. Harborne, J.B. (1998). Phytochemical methods: a guide to modern thechniques of plant analysis. Thomson science, Ed. Chapman et Hall, London. Houessou, S. (2010). Effets de la réduction de la diversité floristique sur la santé des populations rurales au sud de bénin. Colloque internationel de SIFEE, Paris.3, 1-29.

I Iriti, M., Faoro-Water, F. (2008). Oxidative stress, the paradign of ozon toxicity in plants and animals. Air Soil Pollut, 187, 285-301. Iserin, P. (2001). Encyclopédie des plantes médicinales. J. Sci. Food and Agr, 29, 471-479. 38 Références bibliographiques

J Judd, W.S., Campbell, C.S., Kellogg, E.A., Stevens, P.F. (2002). Botanique systématique. Une perspective phylogénétique. 1ère Edition De Boeck Université. Paris : 383. Justine, P. (2007). Intérêt de la supplémentation en antioxydants dans l’alimentation des carnivores domestiques. Revue Méd. Vét, 158 (4) : 180-189.

K Kalla, A. (2012). Etude et valorisation des principes actifs de quelques plantes du sud algérien : Pituranthos scoparius, Rantherium adpressum et Traganum nudatum. Thèse de Doctorat en Sciences. Université de Mentouri – Constantine. Kambouche, N., Merah, B., Derdour, A., Bellahouel, S., Benziane, M., Younos, C., Firkioui, M., Bedouhene, S., Soulimani, R. (2009) (a). Étude de l’effet antidiabétique des saponines extraites d’Anabasis articulata (Forssk) Moq, plante utilisée traditionnellement en Algérie. Phytothérapie, 7(4): 197-201. Kambouche, N., Merah, B., Derdour, A., Bellahouel, S., Bouayed, J., Dicko, A., Younos, C., Soulimani, R. (2009) (b). Hypoglycemic and antihyperglycemic effects of Anabasis articulata (Forssk) Moq (Chenopodiaceae), an Algerian medicinal plant. Afr J Biotechnol, 8:5589–5594. Kambouche, N., Merah, B., Derdour, A., Bellahouel, S., Younos, C., Soulimani, R. (2011). Activité antihyperglycémiante d’un stérol β-sitoglucoside isolé de la plante Anabasis articulata (Forssk) Moq. Phytothérapie, 9: 2–6 Kansole, M.M.R. (2009). Etude ethnobotanique, phytochimique et activité biologiques de quelques lamiaceae du Burkina Faso : cas de Leucas martinicansis (Jacquin) R. Brown, Hoslundia oppossta vahl et Orthosiphon pallidus royle ex benth. Mémoire d’Études Approfondies (D.E.A) en Sciences Biologiques Appliquées, Université Burkina Faso. Kherraze, M.E., Lakhdari, K., Benzaoui, T., Berroussi, S., Bouhanna, M., Sebaa.A., (2010). Atlas floristique de la vallée de l’Oued Righ par écosystème. Centre de recherche scientifique et technique sur les régions arides, 52: 1-175. Kouamé, R.O., Coffi, K., Guessend, N., Séri, Y., Koukoua, G., Dosso, M., Yao, T.N., Figueredo, G., Chalchat, J.C. (2004). Activités antibactériennes des huiles Essentielles de trois plantes aromatiques de Côte-d’Ivoire. Comptes rendus de Chimie, 7 : 1081- 1086.

39 Références bibliographiques

Maatalah, M.B., Bouzidi, N.K., Bellahouel, S., Merah, B., Fortas, Z. Soulimani, R., Saidi, S., Derdour, A. (2012). Antimicrobial activity of the alkaloids and saponin extracts of Anabasis articulate. Journal of Biotechnology and Pharmaceutical Research, 3(3): 54- 57. Majhenic L., kerget M.S., Knez Z. (2007). Antioxidant and antimicrobial activity of guarana seed extracts. Food Chemistry, 104, 1258–1268. Mauro, N, M. (2007). Synthèse d’alcaloïdes biologiquement actifs : la (+)-anatoxine-a et la (±)-camptothécine. Thèse de doctorat en chimie, Université Joseph Fourier- Grenoble1. Marfak, A. (2011). Radiolyse gamma des flavonoïdes. Etude de leur réactivité avec les radicaux issus des alcools : formation des depsides. Thèse de doctorat en biophysique Université de Limoges. MogodeDebete, J. (2004). Etude phytochimique et pharmacologique de Cassia nigricas Vahl (Caeasalpiniaceae) utilisé dans le traitement des dermatoses au Tchad. Thèse de doctorat en pharmacie, Bamako, 67. Mohammadi, M., Alaei, M., Bajalan, I. (2016). Phytochemical screening, total phenolic and flavonoid contents and antioxidant activity of Anabasis setifera and Salsola tomentosa extracted with different extraction methods and solvents. Orient Pharm Exp Med, 16:31–35. Mohamed, A.M., Abdalla, M.S., Rizk, M.Z., Mahdy, M.E., Farrag, A.H., El-Sharabasy, F.S., Aly, H.F., Mohamed, M.R. (2014). Alleviation of dimethylnitrosamine-induced liver injury and fibrosis by supplementation of Anabasis articulata Extract in Rats. Ind J Clin Biochem, 29(4):418–429. Moritz, M., Ewing, D., Garabed, R.B. (2013). On Not knowing zoonotic diseases: Pastoralists’ ethnoveterinary knowledge in the far north region of Cameroon. Hum Organ, 72:1–11. N N’guessan, K., Beugré, K., Guédé, N. Z., Dossahoua, T., Laurent, A.A. (2009). Screening phytochimique de quelques plantes médicinales ivoiriennes utilisées en pays Krobou (Agboville, Côte-d’Ivoire). Sciences & Nature, 6 (1) : 1 – 15. Ngom-Vougat, R.R., Foyet, H.S., Ziebe, R., Re Garabed, R.B. (2015). Antioxidant activity and phytochemical constituent of two plants used to manage foot and mouth

40 Références bibliographiques

disease in the Far North Region of Cameroon. Journal of Intercultural Ethnopharmacology, 4(1): 40–46. Nultsch, W. (1969). Botanique Générale, Éd. Louis Pasteur, 319-320.

O Ozenda, P. (2004). Flore et végétation du Sahara. 3ème édition, CNRS Editions, Paris

P Pavlov, A., Kovatcheva, P., Georgiev, V., Koleva, I., Ilieva, M. (2002). Biosynthesis and radical scavenging activity of betalains during the cultivation of red beet (Beta vulgaris) hairy root cultures. Naturforsch, (57): 640-644. Pei, Y., Duo, Y, Z., Sheng, J. (2014). Chemical constituents of Anabasis salsa. Chemistry of Natural Compounds. 50 : (5) 957-958 Pincemail, J., Bonjean, K., Cayeux, K., Defraigne, J. (2002). Mécanismes physiologiques de la défense antioxydante. Nutrition clinique et métabolisme, 16(4) : 233-239. Pincemail, J., Degrune, F., Voussure, S. (2007). Effet d’une alimentation riche en fruits et légumes sur les taux plasmatiques en antioxydants et des marqueurs des dommages oxydatifs. Nutrition Clin Metab, 21: 66-75. Pokorny, J., Yanisshlieva, N., Gordon, M.H. (2001). Antioxidants in food : practical applications. Cambridge. Woodhead Publishing Limited New york, USA. 108-109. Poortmans, J., Boisseau, N. (2003). Biochimie des activités physiques. 1ère Edition de Boeck .412-413. Prieto, P., Pineda, M., Aguilar, M. (1999). Spectrophotometric quantitation of antioxidant capacity through the formation of a phosphomolybdenum complex : specific application to the determination of vitamin E. Anal Biochem, 269: 337–341.

Q Quezel, P., Santa, S (1963). Nouvelle flore de l’Algérie et des régions désertiques méridionales. Editions du Centre National de la recherche scientifique. Tome II. Ed. CNRS, Paris.

R Rispail, R. J. (2005). Secondary métabolite profiling. Lotus japonicus Handbook. Springer, Dordrecht, 341-348. 41 Références bibliographiques

Roberts, M.F., Wink, M. (1999). Alkaloids–Biochemestry, Ecology and Medicinal Applications. Book Reviews / phytocherm, 52 :1177-1180.

S Sanchez-Moreno, C., Larrauri, J. A. (1998). Main methods used in lipid oxidation determination. Food Sci. Technol. Int, 4: 391-399. Shakeri, A., N Hazeri, N., J Vlizadeh, J., AGhasemi, A., Fatemeh, Z.T. (2012). Phytochemical screening, antimicrobial and antioxidant activities of Anabasis aphylla L. extracts. Kragujevac Journal of Science, 34 (34): 71–78. Simonoff, M., Simonoff, G. (1991). Le sélénieum et la vie. Masson, Ed, Paris. 95-120 Stockigt, J., Sheludko, Y., Unger, M., Gerasimenko, I., Warzecha, H., Stockigt, D. (2002). High-performance liquid chromatographic, capillary electrophoretic and capillary electrophoretic-electrospray ionisation mass spectrometric analysis of selected alkaloid groups. Review J chroma A, 967: 85-113. Sun, T., Powers, J.R., Tang, J. (2007). Evaluation of the antioxidant activity of Asparagus broccoli and their juices. Food Chem, 105: 101-106.

T Tilyabaev. Z., Abduvakhabov, A.A. (1998). Alkaloids of Anabasis aphylla and their cholinergic activities. Chem Nat compd, 34 (3) : 295-297. Thomas, M., (2011). Nouvelles méthodologies d’extraction, de fractionnement et d’identification : Application aux molécules bioactives de l’argousier (Hippophaë rhamnoides). Thèse de doctorat en chimie analytique - phytochimie. Université d’Orléans. Touafek, O. (2010). Etude phytochimique de plantes médicinales du nord et du sud algérien. Thèse de doctorat en chimie organique- phytochimie. Université de Constantine. 9 : 12- 76. Toul, F., Belyagoubi-Benhammou, N., Zitouni, A., Atik-Bekkara, F. (2017). Antioxidant activity and phenolic profile of different organs of Pistacia atlantica Desf. subsp. atlantica from Algeria. Nat Pro Res, 31(6): 718-723.

U Unten, L., Koketsu, M., Kim, M. (1997). Antidiscoloring activity of green tea polyphenols on β-carotene. J. Agr Food. Chem, 45: 2009-2019. 42 Références bibliographiques

V Vallet, A. (1996). Contribution à l'étude de la biosynthèse des alcaloïdes tropaniques chez le Datura innoxia Mill, transformation par Agrobacterium tumefaciens, Agrobacterium rhizogenes et culture de chevelus lacunaires. Mémoire d’Études Approfondies (D.E.A) en génie enzymatique, bioconversion et microbiologie. Université de Picardie jules Vienne.

Y Yang, Y., Li, WL., Gong, T., Wang, HQ., Chen, RY. (2010). Studies on the chemical constituents of Anabasis aphylla L. Yao Xue Xue Bao, 45 (12): 1523-1526.

Z Zirihi, G. N., Datté, J. Y., Kra-Adou, K. M., Grellier, P. (2007). Phytochemical and pharmacological studies of the alcoholic extract (MFA) of Fagara macrophylla (Oliv.) Engl. (Rutaceae) : the chemical structure of the active compound inducing antipaludic activity. Journal of Chinese Clinical Medicine, 2 (4) : 205-210.

Annexes

Annexe 01 : Masse des extraits des alcaloïdes Extraits NOM Récupération Masse Concentration de (mg/ml) l’extrait (g) ou (mg)

E1 Phase 3ml CHCl3 245 81.66 chloroformique E2.1 Phase 3 ml MeOH 700 233.33 organique E2.2 Phase aqueuse 20 ml ED 8,110 405.5

E3 Phase 5 ml MeOH 2.3258 465.18 organique (CHCl3)

Annexe 02 : Résultats des densités optiques des extraits par le test de la CAT Extraits Concentration mg/ml Densité optique E1 1 0,195 2 0,124 3 0,201 E2.1 1 0,315 2 0,122 3 0,345 E2.2 1 0,45 2 0,453 3 0,44

E3 1 0,682 2 0,622 3 0,684

44 Annexes

Annexe 03 : Résultats des densités optiques des extraits par le test du DPPH 1- Extrait E1 Concentrations Densité optique Pourcentage d’inhibition (mg/ml) DO1 DO2 (%) 0,5 0,594 0,58 5,170 1 0,54 0,557 11,389 2 0,46 0,474 24,556 3 0,417 0,431 31,502 444 4 0,362 0,371 40,792

2- Extrait E2.1 Concentrations Densité optique Pourcentage (mg/ml) DO1 DO2 d’inhibition (%) 0.5 0,5 0,542 23,099 1 0,416 0,426 39,598 2 0,275 0,282 60,043 3 0,141 0,137 80,057 4 0,135 0,142 80,129

3-Extrait E2.2 Concentrations Densité optique Pourcentage (mg/ml) DO1 DO2 d’inhibition (%) 0.5 0,483 0,502 5,014 1 0,497 0,505 3,375 2 0,471 0,488 7,522 3 0,454 0,458 12,054 4 0,437 0,46 13,500

45 Annexes

4-Extarit E3 Concentrations Densité optique Pourcentage (mg/ml) DO1 DO2 d’inhibition (%) 0,5 0,516 0,523 24,601 1 0,349 0,4 45,646 2 0,237 0,268 63,788 3 0,213 0,255 66,038 4 0,189 0,203 71,553

Annexe 04 : Résultats des densités optiques des extraits par le test du β-carotène 1-Extrait E1 Concentrations Densité optique Pourcentage (mg/ml) DO1 DO2 d’inhibition (%) 0,007 0,127 0,129 32,954 0,015 0,128 0,134 37,5 0,031 0,135 0,135 42,045 0,062 0,134 0,133 42,045 0,125 0,136 0,135 45,454

2-Extrait E2.1 Concentrations Densité optique Pourcentage (mg/ml) DO1 DO2 d’inhibition (%) 0,5 0,214 0,206 56,465 1 0,218 0,221 64,6551 2 0,22 0,223 66,3793 3 0,223 0,225 68,5344 4 0,224 0,223 68,1034

46 Annexes

3-Extrait E2.2 Concentrations Densité optique Pourcentage (mg/ml) DO1 DO2 d’inhibition (%) 0.5 0,127 0,093 16,4089 1 0,168 0,091 25,8943 2 0,136 0,101 40,5955 3 0,168 0,153 61,3280 4 0,16 0,184 70,9842

4-Extrait E3 Concentrations Densité optique Pourcentage (mg/ml) DO1 DO2 d’inhibition (%) 0,5 0,147 0,146 23,9923 1 0,157 0,159 53,6692 2 0,155 0,156 64,7153 4 0,154 0,152 71,4692