Analyse Du Contrôle Biologique Des Micro-Algues Toxiques Et À Flaveur Grâce À La Prédation Par Oreochromis Niloticus Et

MINISTERE DE L’ ENSEIGNEMENT BURKINA FASO SUPERIEUR Unité – Progrès – Justice DE LA RECHERCHE SCIENTIFIQUE ET DE L’INNOVATION ------UNIVERSITE NAZI BONI ------ECOLE DOCTORALE SCIENCES NATURELLES ET AGRONOMIE 01BP1091 BOBO - DIOULASSO 01 Tél. : (00226) 97 33 72/98-06-35 Fax. : 97-33-72/98-25-77 [email protected]

THESE PRESENTEE EN VUE DE L’OBTENTION DU DIPLOME DE DOCTORAT UNIQUE EN DEVELOPPEMENT RURAL OPTION : SYSTEME DE PRODUCTION FORESTIERE SPECIALITE : PRODUCTION HALIEUTIQUE

Thème Analyse du contrôle biologique des micro-algues toxiques et à flaveur grâce à la prédation par Oreochromis niloticus et Sarotherodon galilaeus dans le lac de barrage de Ziga (Burkina Faso)

Soutenue par : NEYA Bapiyan Augustin, le 9 avril 2018 Devant le Jury composé de : Pr BELEM Adrien Marie Gaston, Professeur titulaire, Université NAZI Boni, Bobo - Dioulasso, Président Pr GUENDA Wendengoudi, Professeur titulaire, Université Professeur Joseph KI ZERBO, Ouagadougou, Rapporteur Pr BOUSSIM I. Joseph, Professeur titulaire, Université Professeur Joseph KI ZERBO, Ouagadougou, Rapporteur Pr TRAORÉ Sado Patrice, Professeur titulaire, Université NAZI Boni, Bobo - Dioulasso, Rapporteur Pr KABRÉ T. Jean André, Professeur titulaire, Université NAZI Boni, Bobo - Dioulasso, Directeur de thèse N° : …………..-2018/ Thèse

Signification des photographies sur la page de garde:

1) Photographies de la gauche vers la droite, première bande 1.1. Les deux photographies de la gauche vers la droite représentent respectivement, Microcystis aeruginosa et Microcystis wesenbergii : deux genres d’algue producteurs de toxines, de goûts, d’odeurs et colmateurs de filtres des stations de traitement d’eau potable; 1.2. Troisième photographie de la gauche vers la droite : Peridinium cinctum, un genre d’algue producteur de goûts, d’odeurs et colmateur de filtres;

1.3. Quatrième photographie de la gauche vers la droite : Cosmarium connatum, un producteur de goûts et d’odeurs;

1.4. Cinquième photographie de la gauche vers la droite : Nostoc commune, un genre d’algue producteur de toxines.

2) Photographies de la gauche vers la droite, deuxième bande 2.1 Oreochromis niloticus : poisson planctonophage utilisé comme agent de lutte biologique;

2.2 transfert d’une bande homogène de 50 grammes d’Oreochromis niloticus et de Sarotherodon galilaeus dans un réservoir de captage d’eau à vocation d’eau potable;

2.3 Sarotherodon galilaeus : poisson planctonophage agent de lutte biologique.

DEDICACE

Je dédie ce travail :

 à ma très chère épouse Ami NEYA/ SEDGO;

 à la mémoire de mon père Yamba NEYA

 de ma mère Konkolou YO.

III

REMERCIEMENTS

Gloire à Dieu, le Tout Puissant, pour lequel toute œuvre est possible. Cette thèse a été réalisée à l’Université NAZI Boni. Elle a bénéfié d’un soutien inestimable de la part des autorités de ce creuset d’éveil national en l’occurrence : le Président de l’Assemblée de l’Université, le Directeur de l’Ecole doctorale et le Directeur de l’Institut du Développement Rural (IDR). Que toutes ces personalités trouvent dans ce présent document mes remerciements les plus sincères.

La présente thèse n’aurait pu être menée à son terme sans le concours de nombreuses personnes qu’ il nous est particulièrement agréable de remercier.

Notre reconnaissance et sincères remerciements :

 au Professeur Jean André KABRÉ qui nous a accompagné depuis notre cycle universitaire jusqu’ au premier pas de notre vie professionnelle. Il a accepté de nous accompagner depuis les travaux de notre mémoire Master II jusqu’à la soutenance de ce document dont les résultats ont permis de participer à l’amélioration de la qualité de l’eau à travers la création et l’équipement du Laboratoire de Surveillance Environnementale et Sociale de l’ONEA. Ce laboratoire particcipe aujourd’hui à la formation des cadres nationaux de la sous région dans la gestion de la qualité de l’eau à travers les barrières naturelles, mécaniques et biologiques. La présente thèse est la continuité d’un outil qu’il m’a permis de mettre en place pour la surveillance et la gestion de la qualité des eaux de surface exploitées par l’ONEA. Qu’il accepte mes remerciements les plus sincères à sa propre personne ainsi qu’à tout le personnel de son laboratoire de formation en pêche et faune (LaRFPF).  Je témoigne ma profonfonde reconnaissance aux Professeurs Wendengoudi GUENDA, Joseph I. BOUSSIM et Sado Patrice TRAORÉ qui m’ont fait l’honneur d’être Rapporteurs de ma thèse.  J’adresse mes sincères remerciements au Professeur Adrien Marie Gaston BELEM d’avoir accepté présider le jury de soutenance de cette thèse.  C’est de tout cœur que je remercie le Docteur Bilassé ZONGO qui a accepté lire mon manuscrit et apporter des critiques constructives pour l’amélioration de la présente thèse.  J’exprime également mes remerciements aux Docteurs Adama OUEDA et Souleymane SANOGO qui m’ont guidé dans l’exploitation des données statistiques.

 Je remercie le Directeur de l’ONEA qui a eu confiance en moi et qui m’a permis de préparer cette thèse et de créer au sein de sa structure ce laboratoire qui devient aujourd’hui un instrument de gestion et de prévention de la qualité de l’eau potable distribuée.  Je tiens à remercier Moumouni SAWADOGO, Inspecteur Général de l’ONEA, ex-Directeur de l’Exploitation qui a constamment motivé au sein des autorités, l’importance de la création d’un laboratoire de surveillance des impacts de l’eutrophisation sur la qualité de l’eau produite par l’ONEA.  Je remercie également tout le personnel de l’Office National de l’Eau et de l’Electricité, Branche Eau (ONEE) du Maroc qui n’a ménagé aucun effort pour m’accompagner durant des longues périodes dans la détermination des genres d’algues et l’extraction des toxines algales contenues dans les échantillons recoltés dans le lac du barrage de Ziga. J’adresse singulièrement mes remerciements à ma famille qui m’a toujours soutenu : en l’occurrence mes enfants Rebecca Akoali, Rodrigue Bangba, Fidèle Beli et Honoré ; ma belle fille Safiatou SANGO, mes petits fils Dofinata YE et Akoilma Farida Ivana NEYA ; ma belle famille Abouma NEBIÉ, Akoilma ZONGO et Yombi SEDEGO.

J’adresse enfin mes remerciements à tout le personnel de l’ONEA, à mon cher ami BOULOUD de l’ONEE (Maroc) et mes collègues du Laboratoire de Surveillance Environnementale et Sociale de l’ONEA (LSEO) en l’occurrence : Jeanne OUEDRAOGO, Alidou KONKISRE et Gerard TIENDREBEOGO, qui m’ont toujours apporté assistance tout au long de mes travaux.

A tous ceux qui m’ont porté dans leur cœur lors des travaux de cette thèse et dont les noms n’ont pu être cités, qu’ils soient infinement remerciés pour le guide qu’ils ont été et le reconfort moral qu’ils m’ont apportés.

TABLE DES MATIERES

DEDICACE ...... III

REMERCIEMENTS ...... IV

TABLE DES MATIERES ...... VI

LISTE DES PHOTOGRAPHIES ...... XVI

LISTES DES PLANCHES ...... XVII

LISTE DES SIGLES ET ABREVIATIONS ...... XVIII

RESUME ...... XX

ABSTRACT ...... XXI

INTRODUCTION GENERALE ...... 1

PREMIERE PARTIE : GENERALITES SUR LA ZONE D’ETUDE ET APERÇU

GENERAL SUR LES CICHLIDAE ET LES ALGUES ETUDIES ...... 5

CHAPITRE I : GENERALITES SUR LA ZONE D’ETUDE ...... 6

1.1. MILIEU D’ETUDE ...... 6

1.1.1. Situation géographique du lac de barrage de Ziga ...... 6

1.1.2. Le climat ...... 6

1.1.3. Le sol ...... 7

1.1.4. Le réseau hydrographique ...... 7

1.1.5. La végétation ...... 8

1.1.5.1. Les plantes ligneuses et herbeuses terrestres ...... 8

1.1.5.2. Les plantes aquatiques ...... 8

1.1.6. Activités socio-économiques ...... 9

1.1.6.1. L’agriculture ...... 9

1.1.6.2. L’élevage ...... 10

1.1.6.3. La pêche et les autres activités secondaires...... 10

CHAPITRE II. APERÇU GENERAL SUR LES CICHLIDAE ET LES ALGUES ETUDIES.

...... 12

2.1. LES CICHLIDAE...... 12

2.1.1. Biologie de Oreochromis niloticus Linnaeus, 1758 ...... 12

2.1.1.1. Caractéristiques taxinomiques et morphologiques ...... 12

2.1.1.2. Habitat et mode de vie ...... 14

2.1.1.3. Le régime alimentaire ...... 14

2.1.1.4. La reproduction ...... 15

2.1.2. Biologie de Sarotherodon galilaeus, Linnaeus 1758 ...... 15

2.1.2.1. Caractéristiques taxinomiques et morphologiques ...... 15

2.1.2.2. Habitat et mode de vie ...... 16

2.1.2.3. Le régime alimentaire ...... 16

2.1.2.4. La reproduction ...... 17

2.2. APERÇU GENERAL SUR LES ALGUES ET LEURS IMPACTS SUR LA SANTE HUMAINE, ANIMALE

ET LES ECOSYSTEMES AQUATIQUES ...... 17

2.2.1. Aperçu général sur les populations algales ...... 17

2.2.1.1. Les Chlorophyta ou algues vertes ...... 18

2.2.1.2. Les Euglenophyta...... 18

2.2.1.3. Les Rhodophyta ou algues rouges ...... 19

2.2.1.4. Les Chromophyta /Chrysophyta/ Heterokontophyta ...... 20

2.2.1.5. Les Pyrrhophyta ou Dynophyta ...... 21

2.2.1.5.1. Les toxines diarrhéiques ...... 21

2.2.1.5.2. Les toxines paralysantes ...... 22

2.2.1.5.3. Les toxines neurologiques (brevetoxines) ...... 24

2.2.1.5.4. Les toxines amnésiantes (acide domoïque et dérivés) ...... 24

2.2.1.6. Les Cyanophyta ou Schizophyta ...... 26

VII

2.2.1.6.1. Les dermatotoxines ...... 30

2.2.1.6.2. Les neurotoxines: toxicité et structure ...... 31

2.2.1.6.3. Les hépatotoxines ...... 33

2.2.2. Les facteurs influençant la toxinogénèse des algues ...... 34

2.2.2.1. Les facteurs physico-chimiques et biologiques ...... 35

2.2.2.1.1. Les facteurs physico chimiques ...... 35

2.2.2.1.2. Les facteurs biologiques ...... 38

2.2.3. La toxicocinétique des cyanotoxines ...... 39

2.2.4. Conséquences des traitements des algues aux algicides ...... 40

2.2.5. Intoxication de phycotoxines et des Cyanotoxines dans le monde selon la littérature épidémiologique ...... 41

DEUXIEME PARTIE : ANALYSES QUALITATIVE ET QUANTITATIVE DES ALGUES

DES CHAMBRES DU RESEAU D’ADDUCTION D’EAU BRUTE ET IDENTIFICATION

DES BARRIERES NATURELLES POUR L’AMELIORATION DE LA QUALITE DE

L’EAU POTABLE ...... 43

INTRODUCTION ...... 44

3.1. MATERIEL ET METHODES ...... 49

3.1.1. Caractérisation et rôle des points d’échantillonnage biologique ...... 49

3.2. RESULTATS ...... 52

3.2.1. Résultats des analyses des chambres fixes : P2, P3, P5 et P6 ...... 53

3.2.1.1. La chambre P2 (Prise de refoulement d’eau N°1)...... 53

3.2.1.2. La chambre P3 (Prise de refoulement d’eau N°2) ...... 54

3.2.1.3. La chambre P5 ou chambre de contrôle de la qualité d’eau brute ...... 57

3.2.1.4. La chambre P6 ou cascades d’aération d’eau brute ...... 59

3.2.2. Résultats des analyses des points libres du continuum (P1 et P4) ...... 61

3.2.2.1. Analyse de la chambre P1 ou point du sédiment ...... 61

VIII

3.2.2.2. La chambre P4 ...... 64

3.2.3. Diversification et concentration des cellules algales par chambre du continuum

...... 66

3.2.4. Situation de la qualité de l’eau par chambre du continuum du lac du barrage de

Ziga ...... 69

3.2.5. Résultats en analyse des composantes principales (ACP) de l’effet des algues par chambre du continuum et de leurs relations intraspécifiques et interspécifiques. . 71

3.3. DISCUSSION ...... 74

CONCLUSION ...... 79

TROISIEME PARTIE : BARRIERES BIOLOGIQUES A TRAVERS LES REGIMES

PLANCTONOPHAGES DE OREOCHROMIS NILOTICUS ET DE SAROTHERODON

GALILAEUS ...... 80

CHAPITRE I : REGIME PLANCTONOPHAGE DE OREOCHROMIS NILOTICUS ...... 81

INTRODUCTION ...... 81

4.1. MATERIEL ET METHODES ...... 82

4.1.1. Echantillonnage biologique ...... 82

4.1.2 Algues nuisibles à la qualité de l’eau ...... 87

4.1.3. Traitement statistique appliqué ...... 87

4.2. RESULTATS ...... 88

4.2.1. Organes du tube digestif analysés ...... 88

4.2.2. Analyse du régime planctonophage d’Oreochromis niloticus...... 91

4.2.3. Analyse du régime planctonophage d’Oreochromis niloticus en fonction de la taille ...... 95

4.2.4. Analyse du régime planctonophage d’Oreochromis niloticus en fonction des saisons sèche et pluvieuse...... 98

4.3. DISCUSSION ...... 105

CONCLUSION ...... 110

CHAPITRE II : REGIME PLANCTONOPHAGE DE SAROTHERODON GALILAEUS ..... 111

INTRODUCTION ...... 111

5.1. DESCRIPTION DU MILIEU D’ETUDE ...... 112

5.2. METHODE ET COLLECTE DES DONNEES ...... 115

5.2.1. Traitement statistique des données recueillies ...... 116

5.3. RESULTATS ...... 118

5.3.1. Coefficient intestinal de Sarotherodon galilaeus ...... 130

5.4. DISCUSSION ...... 136

CONCLUSION ...... 141

6. PLANCHES D’ILLUSTRATION GENERALE DES PROIES SECONDAIRES CONSOMMEES PAR

OREOCHROMIS NILOTICUS ET SAROTHERODON GALILAEUS ET LES ALGUES ECHANTILLONNEES

DANS L’EAU BRUTE DU LAC DE BARRAGE DE ZIGA ...... 143

PLANCHE 3 : PROIES SECONDAIRES CONSOMMEES PAR OREOCHROMIS NILOTICUS,

SAROTHERODON GALILAEUS ET ALGUES ECHANTILLONNEES DANS L’EAU BRUTE DU LAC DE

BARRAGE ...... 144

PLANCHE 4 : PROIES SECONDAIRES CONSOMMEES PAR OREOCHROMIS NILOTICUS,

SAROTHERODON GALILAEUS ET ALGUES ECHANTILLONNEES DANS L’EAU BRUTE DU LAC DE

BARRAGE ...... 145

PLANCHE 5 : PROIES SECONDAIRES CONSOMMEES PAR OREOCHROMIS NILOTICUS,

SAROTHERODON GALILAEUS ET ALGUES ECHANTILLONNEES DANS L’EAU BRUTE DU LAC DE

BARRAGE DE ZIGA ...... 146

PLANCHE 6 : PROIES SECONDAIRES CONSOMMEES PAR OREOHROMIS NILOTICUS, SAROTHERODON

GALILAEUS ET ALGUES ECHANTILLONNEES DANS L’EAU BRUTE DU LAC DE BARRAGE DE ZIGA 147

DISCUSSION GENERALE ...... 148

CONCLUSION GENERALE ...... 150

REFRERENCES BIBLIOGRAPHIQUES ...... 153

REFERENCES WEBOGRAPHIQUES ...... 170

ANNEXES ...... I

ANNEXE 1 : LISTE DES ARTICLES PUBLIES ...... II

RESUME DE L’ARTICLE 1 : PREMIERE MISE EN EVIDENCE DE L’EFFICACITE PREDATION DE OREOCHROMIS NILOTICUS UTILISEE POUR LE CONTROLE BIOLOGIQUE DES MICRO-ALGUES POLLUANT LES EAUX

DE BOISSON DU BARRAGE PERIURBAIN DE ZIGA, BURKINA FASO ...... II

RESUME DE L’ARTICLE 2 : NOUVELLE METHODE D’ANALYSE ET DE SUIVI DE L’EMERGENCE

DES ALGUES DANS LE CONTINUUM D’ADDUCTION D’EAU POTABLE DE LA STATION DE

TRAITEMENT D’EAU BRUTE DU LAC DE BARRAGE DE ZIGA AU BURKINA FASO ...... III

RESUME DE L’ARTICLE 3 : MISE EN EVIDENCE DE L’EFFICACE FILTRATION ET BROUTAGE DES

TILAPIAS SAROTHERODON GALILAEUS UTILISES POUR LE CONTROLE BIOLOGIQUE DES MICRO-

ALGUES ET DES OEUFS D’HELMINTHES POLLUANT LES EAUX DE BOISSON DU LAC DE

BARRAGE DE ZIGA, BURKINA FASO ...... V

ANNEXE 2 : LISTE DES ARTICLES SOUMIS A EXAMEN ...... VII

RESUME DE L’ARTICLE 1 : ...... VII

RESUME DE L’ARTICLE 2 : ...... VIII

ANNEXE 3 : LISTES DES ALGUES MAJORITAIREMENT RECONNUES COMME PRODUCTRICES DE

TOXINES (BRIENT ET AL., 2001) ...... XI

ANNEXE 4 : INTOXICATIONS AIGUËS DE POPULATIONS HUMAINES LIEES AUX CYANOBACTERIES

(BRIENT ET AL., 2001) ...... XII

ANNEXE 5 : EMPOISONNEMENTS D'ANIMAUX ASSOCIES AUX CYANOBACTERIES (BRIENT ET AL.,

2001) ...... XIII

ANNEXE 6: MODE DE CONTAMINATION DES TOXINES ALGALES : CHORUS AND BARTRAM, 1999),

IN ENORA (2008) ...... XIV

XII

LISTE DES FIGURES

Figure 1 : Occupation spatiale des terres autour du lac de barrage de Ziga. Source: Neya, 2011 ...... 11 Figure 2 : Schéma synoptique du continuum d’adduction d’eau brute de Ziga : OP1, fond du barrage (chambre P1) ; OP2, première prise d’eau (chambre P2); OP3, deuxième prise d’eau (chambre P3); OP4, surface de l’eau (chambre P4); OP5, robinet de suivi d’eau brute (chambre P5); OP6, cascades d’aération (chambre P6) ...... 46 Figure 3 : Concentration (ml) des cellules algales dans la chambre P2 en fonction des mois . 54 Figure 4 : Evolution des paramètres physico chimiques de l’eau dans la chambre P2 en fonction des mois ...... 54 Figure 5 : Concentration (ml) des cellules algales de P3 en fonction des mois ...... 56 Figure 6 : Evolution des paramètres physico chimiques de P3 en fonction des mois...... 56 Figure 7 : Concentration (ml) des cellules algales de P5 en fonction des mois ...... 58 Figure 8 : Evolution des paramètres physico chimiques de P5 en fonction des mois...... 58 Figure 9 : Concentration (ml) des cellules algales de P6 en fonction des mois ...... 60 Figure 10 : Evolution des paramètres physico chimiques de P6 en fonction des mois...... 60 Figure 11 : Concentration (ml) des cellules algales de P1 en fonction des mois ...... 63 Figure 13 : Evolution des paramètres physico chimiques de P1 en fonction des mois...... 63 Figure 14 : Concentration (ml) des cellules algales de P4 en fonction des mois ...... 65 Figure 15 : Evolution des paramètres physico chimiques de P4 en fonction des mois...... 65 Figure 16 : Concentration moyenne (ml) de cellules algales par chambre du continuum, contribuant à la dégradation de la qualité de l’eau brute du barrage de Ziga ...... 70 Figure 17 : Analyse des chambres du continuum par répartition du taux de concentration d’algues (à partir de 20 000 cellules /ml) ayant un impact sur la dégradation de la qualité de l’eau ...... 72 Figure 18 : Analyse par ACP du positionnement des œufs d’helminthes et des trois groupes d’algues productrices de toxines, de goûts, d’odeurs et colmatrices de filtres ...... 73 Figure 19 : Points de capture de Oreochromis niloticus et de récolte d’échantillons d’algues 86 Figure 20 : Estomac et intestin de Oreochromis niloticus (es= estomacs et in = intestin)...... 89 Figure 21 : Corrélation entre la longueur de l’intestin de Oreochromis niloticus et sa longueur standard ...... 90 Figure 22 : Proportion des genres d’algues par embranchement ...... 94 Figure 23 : Courbe des proies préférentielles, secondaires et accessoires tracée à partir de % MFI ...... 96

XIII

Figure 24 : Abondance relative des proies ingérées par Oreochromis niloticus en fonction de la taille ...... 97 Figure 25 : Abondance relative des proies ingérées par Oreochromis niloticus en fonction de la saison(saison sèche et saison pluvieuse) ...... 97 Figure 26 : Coefficient de corélation entre les classes de taille de Oreochromis niloticus basée sur l’abondance relative des proies ingérées (92

XIV

LISTE DES TABLEAUX

Tableau 1 : Carte de risques ou Grille de choix des prises d’eau par mois et par chambre du continuum en fonction de la concentration algale (à partir de 20 000cellules/ml) ...... 68 Tableau 2 : Analyse en ACP des coefficients de corrélation entre les groupes d’algues détériorant la qualité de l’eau ...... 73 Tableau 3 : Composition du régime planctonophage d’Oreochromis niloticus avec les valeurs des indices Fi%, Ni%, Pi%, Si%, MFI% et MFI% cumulé ...... 92 Tableau 4 : Relation entre Oreochromis niloticus et proies productrices de toxines ...... 102 Tableau 5 : Relation entre Oreochromis niloticus et proies colmatrices de filtres ...... 103 Tableau 6: Relation entre Oreochromis niloticus et proies productrices de Goûts et d’odeurs ...... 104 Tableau 7: Caractérisation du coefficient de vacuité des estomacs et intestins de Sarotherodon galilaeus du lac de barrage de Ziga ...... 120 Tableau 8: Régime planctonophage de Sarotherodon galilaeus du lac de barrage de Ziga, indices et classement des proies : Fi%, Ni%, Pi%, Si%, MFI% et MFI% cumulé ...... 121 Tableau 9: Indice et classement des proies du régime planctonophage de Sarotherodon galilaeus en fonction de la saison sèche : Fi%, Ni%, Pi%, Si%, MFI% et MFI% cumulé.... 122 Tableau 10: Indice et classement des proies du régime planctonophage de Sarotherodon galilaeus en fonction de la saison pluvieuse : Fi%, Ni%, Pi%, Si%, MFI% et MFI% cumulé ...... 123 Tableau 11: Indice et classement des proies du régime planctonophage de Sarotherodon galilaeus en fonction de la taille de 88 à 125 mm : Fi%, Ni%, Pi%, Si%, MFI% et MFI% cumulé ...... 124 Tableau 12: Indice et classement des proies du régime planctonophage de Sarotherodon galilaeus en fonction de la taille de 126 à 242 mm, basé sur l’abondance relative : Fi%, Ni%, Pi%, Si%, MFI% et MFI% cumulé ...... 125 Tableau 13: Relation entre Sarotherodon galilaeus et proies productrices de toxines ...... 133 Tableau 14: Relation entre Sarotherodon galilaeus et proies productrices de Goûts et d’odeurs ...... 134 Tableau 15 : Relation entre Sarotherodon galilaeus et proies colmatrices de filtres ...... 135

LISTE DES PHOTOGRAPHIES

Photographie 1 : Oreochromis niloticus Linnaeus, 1758. (Source: Neya, 2017) ...... 13 Photogaphie 2 : Sarotherodon galilaeus, Linnaeus, 1758. (Source : Neya, 2017) ...... 16 Photographie 3: Impact du périphyton sur le beton et le fer de la chambre P6 après trois semaines sans nettoyage. (Source : Neya, 2017) ...... 47 Photographie 4 : Efflorescence algale dans le lac de barrage de Ziga. (Source : Neya, 2017) 48

XVI

LISTES DES PLANCHES

Planche 1: Proies préférentielles et secondaires de Orechromis niloticus du lac de barrage de Ziga : P : proies préférentielles, S : proies secondaires ...... 101 Planche 2: Proies préférentielles et secondaires de Sarotherodon galilaeus du lac de barrage de Ziga : P : proies préférentielles, S : proies secondaires...... 132 Planche 3 : Proies secondaires consommées par Oreochromis niloticus, Sarotherodon galilaeus et algues échantillonnées dans l’eau brute du lac de barrage ...... 144 Planche 4 : Proies secondaires consommées par Oreochromis niloticus, Sarotherodon galilaeus et algues échantillonnées dans l’eau brute du lac de barrage ...... 145 Planche 5 : Proies secondaires consommées par Oreochromis niloticus, Sarotherodon galilaeus et algues échantillonnées dans l’eau brute du lac de barrage de Ziga ...... 146 Planche 6 : Proies secondaires consommées par Oreohromis niloticus, Sarotherodon galilaeus et algues échantillonnées dans l’eau brute du lac de barrage de Ziga ...... 147

XVII

LISTE DES SIGLES ET ABREVIATIONS

AHA : Acides acétiques halogénés

ACP : Analyse en composantes principales

AD : Acide demoïque

APHA : American Public Health Association

AO : Acide okadaïque

ANOFEL : Association Française des Enseignants de Parasitologie et Mycologie

ASP : Amnesic shellfish poisoning

ATX : Anatoxine

BMAA : β-N-méthylamino-L-alanine

C.P.C.S. : Classification des Principaux Sols

CDEAO : Communauté des Etats de l’Afrique de l’Ouest

DSP : Diarrheic shellfish poisoning

DTX-1 : Dynophysistoxine-1

DTX-2 : Dynophysistoxine-2

FAO : Food and Agricultural Organization

HCO3 : Hydrogénocarbonate

H2 S : Sulfure d’hydrogène

IBID : Ibidem

ICBN : Code internal de Nomenclature botonique

ICNB : Code international de nomenclature des bactéries

XVIII

IDFM : Intoxication diarrhéique par fruits de mer

IPFM : Intoxication paralysique par les fruits de mer

IFM : Intoxication par les fruits de mer

LPS : Lipopolysaccharides

MAHRH : Ministère de l’Agriculture, de l’Hydraulique et des Ressources Halieutiques

MCS : Microcystine

NOD : Nodularine

NSP : Neurolosic shellfish poisoning

PAIE : Périmètres aquacoles d’intérêts économiques

PSP : Paralytic Shellfish poisoning

PGAIE : Plan gouvernemental d’atténuation des impacts sur l’environnement

SAHEL CONSULT : Société d’Ingénieurs-Conseils

STX-a : Saxitoxine a

STX-a (s) : Saxitoxine a (s)

THM : Trihalométhanes

µM/L : Micromole par litre

XIX

RESUME

Pour contribuer à la résolution de la problématique de l’impact des algues sur la qualité de l’eau potable, nous avons procédé à l’analyse quantitative et qualitative du régime alimentaire de deux poissons planctonophages qui peuplent majoritairement le lac de barrage de Ziga. En effet, de février 2014 à Janvier 2015, nous avons capturé 848 poissons planctonophages composés de 437 Oreochromis niloticus et de 411 Sarotherodon galilaeus dans le lac de barrage de Ziga, exploité à des fins d’eau potable. La taille des spécimens capturés varie de 92 à 200 mm pour O. niloticus et de 88 à 242 mm pour S. galilaeus. De ces analyses, il ressort que les proies préférentielles et secondaires de O. niloticus sont : Nostoc, Melosira, Cymbella, pour les proies préférentielles et Cosmarium, Eudorina et Microcystis pour les proies secondaires. Les proies préférentielles de S. galilaeus sont constituées de Peridinium et Mougeotia et ses proies seondaires regroupent les genres Cymbella, Cosmarium, Navicula, Melosira et Microcystis. A l’exception du genre Mougeotia, les autres proies préférentielles et secondaires constituent des genres d’algues nuisibles à la qualité de l’eau, à la santé humaine et à l’équilibre des écosystèmes aquatiques.

L’ensemble de ces caractères alimentaires, identifiés chez O. niloticus et chez S. galilaeus renforcent l’hypothèse pour laquelle ces deux espèces peuvent être utilisées comme agents de contrôle biologique pour l’amélioration de la qualité de l’eau de la retenue de Ziga.

Parallèlement, des analyses quantitative et qualitative algales ont été effectuées dans les six chambres du réseau d’adduction d’eau brute pour apprécier le niveau d’eutrophisation du lac. De ces analyses, il ressort que la charge algale est très importante et connait souvent des périodes de pic supérieures à 260 fois la norme requise pour enclencher des recherches de toxines que contiendrait l’eau quand la population est à dominance de cyanophyta. En effet, la concentration relevée est largement supérieure aux recommandations de l’OMS qui sont de 200 cellules par millilitre pour le seuil de vigilance et des alertes sur une échelle de 1 à 3 pour des concentrations cellulaires de 2000 à 20 000 cellules/ml et de 20 000 à 100 000 cellules/ml.

Mots clé : poissons planctonophages, régime alimentaire de poisson, proies préférentielles et secondaires, Oreochromis niloticus, Sarotherodon galilaeus, agents de contrôle biologique, qualité de l’eau potable, Burkina Faso.

ABSTRACT

To contribute to the resolution of the problems of the impact of algae on drinking water quality, quantitative and qualitative analyse of the diet of two planktivorous fish species which mainly populate the storage reservoir of Ziga were carried out.

Indeed, from January 2014 to February 2015, we captured 848 planktivorous fish composed of 437 Oreochromis niloticus and 411 Sarotherodon galilaeus in the Ziga dam which is used for drinking water.

The size of the captured specimens varied from 92 to 200 mm for O niloticus and from 88 to 242 mm for S. galilaeus.

From these analyses, it comes out that the prey ranking of O niloticus are: Nostoc, Melosira, Cymbella, for the preferential preys and Cosmarium, Eudorina and Microcystis for the secondary preys.

The preferential preys of S. galilaeus consist of Peridinium and Mougeotia and its seondary preys gather the kinds Cymbella, Cosmarium, Navicula, Melosira and Microcystis.With the exception of the Mougeotia kind, the other preferential and secondary preys constitute harmful kinds of algae to the quality of water, human health and the balance of the watery ecosystems.

All these feed identified in O. niloticus and S. galilaeus reinforce the assumption for which these two species can be used as agents of biological control for the improvement of the quality of the water of the reserve of Ziga.

In parallel, quantitative and qualitative analyses of algae, were carried out in the six rooms though which the water transit (of the network of rough water conveyance) to appreciate the level of eutrophication of the dam. From analyses, it arises that the load of algae is very significant and often shows periods of peak higher than 260 times the necessary levelat which toxins research in the water should be below mainly when the population is predominantly made of Cyanophyta. Indeed, the raised concentration is largely higher than the recommendations of the World Health Organization, which are 2000 to 20 000 cells/ml and of 20 000 to 100 000 cells/ml for all three definite levels of alarm.

Key words: planktivorous fish, fish diet, prey ranking, Oreochromis niloticus, Sarotherodon galilaeus, biological assessment, drinking water quality, Burkina Faso.

XXI

INTRODUCTION GENERALE

Dans le lac de barrage de Ziga, comme dans les retenues d’eau à ciel ouvert d’autres pays de la sous-région, l’eau de surface est celle la plus utilisée pour être distribuée à la population après traitement. La qualité de cette eau de boisson dépend de plusieurs facteurs parmi lesquels les plus importants sont de nature biologique. En effet, la quasi-totalité de ces mêmes retenues d’eau est aussi utilisée comme source d’abreuvage des animaux et de pratiques de cultures maraîchères autour de ces retenues. Ce multi-usage induit rapidement les réservoirs d’eau à l’eutrophisation, engendrant divers genres d’algues. A la faveur de ces activités, ces organismes chlorophylliens qui ont besoin de lumière, d’eau, de gaz carbonique et des sels minéraux trouvent un milieu favorable à leur developpement. Ils prospèrent alors, partout où sont réunies ces conditions adéquates de lacs, étangs, mares et bien d’autres retenues d’eau (Bourrelly, 1996).

Selon Itlis (1980), les algues sont le point de départ de la chaîne alimentaire aquatique qui aboutit au peuplement piscicole exploité par l’homme. A cet égard, on peut dire qu’elles constituent une importante ressource vitale pour l’homme et les écosystèmes aquatiques.

Cependant, certains embranchements algaux sont reconnus pour être un danger pour l’homme quand leur concentration dans les eaux de boisson ou de loisir ou dans la chair des animaux comestibles devient importante (Sivonen et Jones, 1999 ; Chorus et Bartram, 1999 ; Briand et al., 2003 ; Lambert et al., 1994 ; Brient et al., 2001 ; Fujiki et al., 1990 ; Ito et al., 2002 ; Devlin et al., 1977 ; OMS, 1998. ; 2000 ; 2003 ; 2004; Charbonnier , 2006 ). En effet, certains consommateurs rejettent l’eau émanant de l’adduction d’eau potable par souci sanitaire. Il existe des algues qui produisent des toxines (Carmichael, 2001 ; Van et al., 2007) incompatibles à la qualité de l’eau et à la santé humaine et animale. Ces toxines sont à l’origine de nombreux cas d’intoxications humaine et animale (Carmichael, 2001 ; Namikoshi, 2003). En fonction de leur mode d’action, on les regroupe en hépatotoxines qui affectent le foie, en neurotoxines qui inhibent le système nerveux et en dermatotoxines affectant la peau (Duy et al., 2000 ; Sivonen et Jones, 1999 ; Codd et al., 1997).

D’autres algues libèrent des composés comme les alcanes, les alcènes, les aldéhydes, les alcools et les esters qui sont à l’origine des goûts et des odeurs dans l’eau potable (Dietrich et al., 1995). Ces odeurs et goûts conduisent certains consommateurs à rejeter systématiquement l’eau du robinet (Proulx et al., 2010). D’autres composants comme la géosmine et le 2- méthyl-isobornéol (2-MIB) sont libérés dans l’eau par d’autres groupes d’algues après la lyse cellulaire, impactant ainsi la qualité de l’eau distribuée (Perrson, 1983).

Sur le plan économique, il existe des algues qui colmatent les filtres de sable (APHA, 1985). Ce colmatage entraîne des arrêts fréquents des stations pour être nettoyés et engendre d’énormes pertes en eau potable. Il engendre également des coûts supplémentaires à l’entreprise et des boues de vidange dont la gestion impose des règles strictes et difficiles à observer pour éviter la pollution des écosystèmes aquatiques.

Pour faire face aux conséquences de l’eutrophisation dans les eaux de surface, les traiteurs d’eau utilisent plusieurs techniques comme les algicides (chlore) et parfois couplés au charbon actif. Plusieurs auteurs indiquent que le chlore (algicide) utilisé dans les stations de traitement d’eau potable pour la désinfection en contact avec la matière organique (cas des biomasses algales) peut donner naissance à des sous-produits de la chloration comme les trihalométhanes (THM) et les acides acétiques halogénés (Milot et al., 2000 ; OMS, 2000 ; Levallois, 1997 ) incompatibles à la santé humaine (Mills et al., 1998 a; Morris et al., 1992 ; Bisson et Gaudreau, 1992).

De plus, après la lyse cellulaire, les algues fermentent et peuvent engendrer des gaz comme l’hydrogène sulfuré (H2 S) qui est toxique par inhalation à tout être vivant et corrosif pour les installations d’adduction d’eau (Henry, 1947). Au regard des conséquences de l’eutrophisation et des algicides (chlore) sur la qualité de l’eau potable et, partant, sur les écosystèmes aquatiques, la santé humaine et animale, voire la chaîne alimentaire, l’utilisation des agents naturels de contrôle biologique ne serait-elle pas une alternative viable pour la lutte contre les algues nuisibles et les efflorescences algales ?

C’est grâce au contrôle biologique que pendant des millénaires, les équilibres aquatiques s’établissaient sans l’intervention de l’homme. Sans doute l’établissement de ces équilibres aquatiques est-il complexe et perturbé aujourd’hui par les actions anthropiques, mais le maillon le plus important régulant cet équilibre reste la chaîne alimentaire. Nous avons voulu, à travers ce fonctionnement naturel des écosystèmes aquatiques, répondre à cette

2 question d’équilibre naturelle à partir de la prédation sélective des algues par certains poissons en examinant le régime spécifique algal de Orechromis niloticus et de Sarotherodon galilaeus, deux poissons phytoplanctonophages d’eau douce (Johnson, 1974 et Fish, 1955). En effet, beaucoup d’études (Fish, 1955 ; Low-McConnel, 1958 ; Beveridge et al., 1989 ; Getachew al., 1989 ; Moriarty et Moriarty, 1973 et Johnson, 1974) ont concerné le régime de ces poissons, mais aucune étude spécifique n’a été consacrée à leurs régimes strictement phytoplanctonophages en fonction de la taille et de la saison en vue d’exploitation de ses données pour l’amélioration de la qualité de l’eau de boisson.

En Afrique subsaharienne, l’exposition des populations aux conséquences des toxines algales est très peu appréhendée comme un problème de santé publique. Cependant, le risque existe et devient de plus en plus préoccupant au regard des efflorescences algales répétitives des Cyanobactéries dans les réservoirs de captage d’eau à des fins de production d’eau potable. Quant aux solutions curatives et préventives de la question, dans ces pays en voie de développement, il n’existe pas encore une approche de sauvegarde et de surveillance sous l’angle scientifique et un cadre législatif et règlementaire adéquat de ses plans d’eau.

Au regard de ce vide et dans le but d’une esquisse de solutions à pallier à ce fléau, la connaissance du régime phytoplanctonophage de O.niloticus et de S. galilaeus qui peuplent les eaux africaines en l’occurrence celles du lac de barrage de Ziga ne pourra- t-elle pas être un atout pour son utilisation comme une alternative à l’utilisation abusive des algicides, qui n’est pas sans conséquence sur l’organisme humain ? Ne pourrait- elle pas également réduire dans les stations de traitement de l’eau, l’utilisation abusive des produits chimiques, servant à réguler les odeurs, les goûts et les toxines produites par les algues ?

En définitive, le but du présent travail est de contribuer à l’amélioration de la qualité de l’eau potable par la lutte biologique. Cette contribution est une alternative à la lutte chimique qui est souvent opérée dans toutes les étapes de la chaîne de traitement de l’eau potable.

Au regard de toutes ces considérations, nos travaux s’articulent autour d’un objectif principal à savoir la contribution à l’amélioration de la qualité de l’eau produite par la station de traitement de Ziga à partir des méthodes de contrôle biologique.

Pour répondre à cet objectif principal, cinq objectifs spécifiques ont été définis comme suit :

 Effectuer des analyses quantitative et qualitative de la biomasse algale dans chaque chambre du continuum de l’adduction d’eau brute de la station ;  Identifier dans les intestins et estomacs de O. niloticus et S. galilaeus les algues préférentielles, secondaires et accessoires ;  Rechercher le régime ontogénétique des deux prédateurs ;  Evaluer le rapport entre le régime planctophage de O. niloticus, de S. galilaeus et les bioagresseurs recensés dans le lac de barrage de Ziga ;  et améliorer la qualité de l’eau brute par l’installation de barrières biologiques opérées sur la base de la connaissance du régime phytoplanctonophage des poissons étudiés.

Le présent document dont le thème s’intitule « Analyse du contrôle biologique des micro-algues toxiques et à flaveur grâce à la prédation par Oreochromis niloticus et Sarotherodon galilaeus dans le lac de barrage de Ziga, Burkina Faso » comprend trois parties (organisées en quartre chapitres), une discussion générale, une conclusion générale une bibliographie et des annexes.

La première partie structurée en deux chapitres, présente les généralités sur la zone d’étude et un aperçu général sur les Cichlidae et les algues étudiés. La deuxième partie traite des analyses quantitative et qualitative des algues des chambres du réseau d’adduction d’eau brute et de l’identification des barrières naturelles pour l’amélioration de la qualité de l’eau potable. La troisième partie est organisée autour de deux chapitres et est consacrée à l’étude des barrières biologiques à partir du régime phytoplanctonophage de Orechromis niloticus et de Sarotherodon galilaeus. Ces chapitres ont pour but la recherche de la mise en évidence des capacités biologiques des deux espèces à repondre à des critères d’agents de contrôle biologiques des bioagresseurs de la qualité de l’eau : une alternative au processus de traitement conventionnel de l’eau potable basée uniquement sur les barrières mécaniques et chimiques qui présentent aujourd’hui des limites eu égard aux conséquences des actions anthropiques sur les retenues d’eau à ciel ouvert.

Dans le souci de mieux présenter le régime alimentaire des deux prédateurs étudiés, une microphotographie des algues identifiées a été proposée à la fin du présent document.

PREMIERE PARTIE : GENERALITES SUR LA ZONE D’ETUDE ET APERÇU GENERAL SUR LES CICHLIDAE ET LES ALGUES ETUDIES

CHAPITRE I : GENERALITES SUR LA ZONE D’ETUDE

1.1. Milieu d’étude

1.1.1. Situation géographique du lac de barrage de Ziga

Le lac de barrage de Ziga est à 50 km à vol d’oiseau à l’Est de Ouagadougou, la capitale du Burkina Faso. Il est situé à cheval entre les provinces de Oubritenga, du Ganzourgou et du Sanmatenga. Il est construit de mai 1998 à juillet 2000, sur le Nakambé (ex-Volta blanche) avec une superficie de 8872.5 hectares mobilisant en période de remplissage un volume d’eau de 208 millions de m3 (ONEA, 1997). La cote de retenue normale est de 266.2 m et la cote des plus hautes eaux est de 270.3 m. La digue d’une hauteur de 18,80 m s’étend jusqu’à 3154 m. La longueur du déversoir est de 120 m. Les infrastructures du lac ont été installées en trois phases : Ziga I, Ziga intermédiaire et Ziga II.

A la phase Ziga I, la capacité de traitement de la station était de 3000 m3 /h ; Ziga intermidiaire mobilisait un débit de 1500 m3 /h et Ziga II permettait un pompage d’une capacité de 7500 m3 /h. Toutes ces trois phases confèrent à la station de traitement une capacité de production d’eau potable de 12 000 m3 /h ( SOCREGE, 1996)

1.1.2. Le climat

La zone d’étude, sous un climat sahélo-soudanien, est caractérisée par deux saisons : une saison sèche d’octobre à mai et une saison pluvieuse relativement courte, de juin à septembre.

La saison sèche comprend une période fraîche qui connaît des températures faibles de décembre à janvier et de fortes températures au mois d’avril. Les variations mensuelles moyennes de température de 1998 à 2016, enregistrées par la station météorologique de Ouagadougou dans laquelle se trouve la zone d’étude indiquent 25,6°C en janvier et 33,7°C en avril. La température moyenne annuelle enregistrée à la même période est de 29,1°C.

La saison pluvieuse de la même période est marquée par une pluviométrie moyenne de 713 mm et des variations de quantités de pluies de 594.1 mm enregistrée en 2000 et de 847,7 mm en 2003 (Neya, 2011).

1.1.3. Le sol

Le Burkina Faso est caractérisé par huit types de sol : les sols ferrugineux lessivés, les sols peu évolués d’érosion, les sols bruns eutrophes, les vertisols, les sols ferrallitiques, les sols halomorphes, les sols hydromorphes et les sols minéraux bruts. Les deux premiers types de sols occupent plus des deux tiers du pays (Fontès et Guinko (1995).

Selon C.P.C.S. (1967), le Burkina Faso est occupé par 9 classes et sous-groupes de sol présentant des différences basées sur les propriétés physiques, chimiques et biologiques, intimement liées à la diversité géologique et à la longue évolution géomorphologique

- les sols minéraux bruts tels les lithosols sur roche ;

- les sols peu évolués qui regroupent les sols peu évolués d’érosion, les sols peu évolués d’apport alluvial ;

- les sols brunifiés qui regroupent les sols bruns eutrophes ferrugineux, les sols bruns eutrophes tropicaux, hydromorphes ;

- et enfin les sols ferrugineux tropicaux lessivés.

1.1.4. Le réseau hydrographique

Le lac de barrage de Ziga a été installé sur le fleuve Nakambé ex Volta blanche.

Le bassin versant du Nakambé long de 516 km dans le territoire burkinabè, s’étend sur 40 836 km2. Le fleuve prend sa source à l'est de Ouahigouya à 335 m d’altitude, une région qui reçoit une pluviométrie annuelle entre 500 et 600 mm (htt://vertigo.revues.org/11459). Son réseau hydrographique très dense connait des écoulements non pérennes en saison sèche. Durant cette période, on n’observe que des mares isolées dans le lit mineur du fleuve principal. Les écoulements ne deviennent permanents qu’aux mois de juillet / août à la station de Wayen, site ayant guidé le choix de l’installation du lac de barrage de Ziga (SOCREGE, 1996).

1.1.5. La végétation

1.1.5.1. Les plantes ligneuses et herbeuses terrestres

Le couvert végétal de la zone d’étude est constituée par des savanes arborées, arbustives, boisées et herbeuses en majorité le long des cours d’eau (SAHEL CONSULT, 2001).

Le lac de barrage de Ziga bénéficie de la diversité floristique des forêts classées de Bissiga, Ziga et de Wayen.

Selon SAHEL CONSULT (2001) et Neya (2011), les principales espèces forestières inventoriées avant l’installation du lac de barrage sont notamment : Ziziphus mauritiana Lam., Acacia albida Del., Acacia seyal Del, Acacia senegal (l) Willd, Mitragyna inermis (Willd) Kuntze, Bombax costatum Pellegr. et Vuillet., Balanites aegyptiaca (L.) Del., Piliostigma reticulatum (DC.) Hochst, Piliostigma thonningii (Schumach) Milne-Redh., Adansonia digitata L., Tamarandus indica L., Diospyros mespiliformis Hochst., Combretum glutinosum Perr. Combretum nigricans Perr. Paullinnia pinnata L., Morelia senegalensis A. Rich., Saba senegalensis (A.DC.) Pichon., Acacia nilotica var.nilotica (L.) Willd. ex Del, Syzygium guineense (Willd.) DC., Dialium guineense Willd., Vitex chrysocarpa Planch. Ex Benth., Daniellia oliveri (Rolfe.) Hutch.et Dalz., Ziziphus spina Christi (L.) Desf., Parinari excelsa Sab.

1.1.5.2. Les plantes aquatiques

Selon SAHEL CONSULT (2001), les plantes aquatiques ont été rarement rencontrées dans le plan d’eau du lac de barrage de Ziga

Par contre l’inventaire des plantes aquatiques des affluents et retenues d’eau alimentant l’aval et l’amont du lac de barrage de Ziga, révèle une diversité biologique importante (ibid). On trouve de nombreuses espèces remarquables comme Nymphaea lotus (Zenkeri), Echinocloa stagnina (Retz.) P.Beauv, Typha australis Schum. et Thonn, Polygonum limbatum Meinsn, Oryza longistaminata A. Chev.et Röhr, Ipomea aquatica Forssk , Mimosa pigra L., Vetiveria nigritana (Benth) Stapf , Neptunia oleracea Lour, Polygonum senegalense Meinsn, Eichhornia crassipes (Mart) Solms Laub, Pistia stratiotes Linn., Salvinia molesta D.S.Mitchell.

Si au point de vue diversité biologique, ces lacs présentent une richesse, sur le plan gestion des ressources en eau, certaines de ces plantes aquatiques sont prolifiques et nuisibles (CDEAO, 1994). C’est le cas des espèces comme : Eichhornia crassipes (Mart) Solms Laub, Pistia stratiotes Linn., Salvinia molesta D.S.Mitchell. Selon Ouedraogo et al. (2000), Eichhornia crassipes (Mart) Solms Laub est une espèce gravissime de toutes les espèces aquatiques recensées dans les plans et cours d’eau jouxtant le lac de barrage de Ziga pour laquelle une attention particulière doit être faite.

1.1.6. Activités socio-économiques

Les résultats de l’enquête socio-économique ont montré que 26 villages (figure 1) sont installés le long du lac de barrage de Ziga et pratiquent des activités vivrières et des activités de rente comme l’agriculture, l’élevage, la pêche et la maraîcherculture

1.1.6.1. L’agriculture

L’activité principale dans les villages riverains est l’agriculture. Le lac est situé à 32 km à vol d’oiseau de Ziniaré, chef-lieu de la province d’Oubritenga qui connaît une forte évolution de concentration de la population.

Au regard de la mauvaise pluviométrie, les cultures pluviales sont déficitaires et le maraîchage favorisé par la pérennité de l’eau du lac devient une activité incontournable pour relier une campagne agricole à une autre.

De 2001 à 2002, la présence du lac a favorisé l’aménagement de 488 ha produisant ainsi 16 418 tonnes de produits maraîchers engendrant un chiffre d’affaire de 1 355 093 205 FCFA soit 70,33 % de la production régionale évaluée à 23 344 tonnes (Savadogo, 2007).

Il est important de noter que le maraîchage a été orienté en fin 2002 dans les petites retenues créées autour du lac de barrage de Ziga à cause de son caractère incompatible avec l’objectif du barrage qui est à vocation d’eau potable.

1.1.6.2. L’élevage

L’élevage est l’une des activités des populations riveraines qui contribue à ce titre à la diversification des revenus des ménages. La présence du lac connaît un développement de cette activité qui devient une activité phare de la province de l’Oubritenga voire de toute la Région du Plateau Central.

L’évolution des effectifs du cheptel au niveau de la province d’oubritenga en : Bovins, ovins, caprins, porcins, équins, asins et volailles de 2002 à 2003 était respectivement de 1,83% ; 2,64% ; 2,44% ; 1,48% ; 0,84% ; 1,83% et 2,58% (Savadogo, 2007). En sus des éleveurs sédentaires, on rencontre de plus en plus des éleveurs transhumants venant d’autres horizons comme Dori et Djibo à la faveur de la retenue d’eau.

1.1.6.3. La pêche et les autres activités secondaires.

Le plan d’eau de Ziga a été érigé en périmètres aquacoles (MAHRH, 2004) d’intérêts économiques (PAIE). La pêche qui est une activité secondaire des villages riverains est pratiquée en toute saison. Elle connaît présentement l’arrivée de pêcheurs professionnels venant des pays voisins comme le Mali et le Niger.

Le nombre de pêcheurs présent sur le terrain est actuellement de 230 pêcheurs environ, repartis sur une superficie de 8872,5 ha qu’occupe le plan d’eau produisant environ 50 tonnes de poissons par an (Neya, 2011).

Les captures annuelles sont estimées à 399 tonnes sur une production prévisionnelle de 550 tonnes par an. Les espèces pêchées sont majoritairement : Tilapia zillii (Gervais, 1848), Oreochromis niloticus (Linnaeus, 1758), Sarotherodon galilaeus (Linnaeus, 1758), Brycinus nurse (Rüppell, 1832), Synodontis membranaceus (Geoffroy Saint Hilaire, 1809), Auchenoglanis occidentalis, Valenciennes, 1840), Clarias anguilaris (Linnaceus, 1758) et Schilbe intermedius (Rüppell, 1832).

En surs de la pêche, les autres activités sont surtout la teinturerie, la poterie, la vannerie, le charbonnage et la forge (ONEA, 1997).

Figure 1 : Occupation spatiale des terres autour du lac de barrage de Ziga. Source: Neya, 2011

CHAPITRE II. APERÇU GENERAL SUR LES CICHLIDAE ET LES ALGUES ETUDIES.

2.1. Les Cichlidae

Les taxonomistes s’accordaient à diviser la tribu des tilapiinés en quatre genres en se basant sur les caractères anatomiques, l’originalité en taxinomie, le comportement reproducteur et la nutrition. Ainsi, le Sarotherodon est planctonophage, incubateur buccal avec garde biparentale ou paternelle ; l’Oreochromis est planctonophage, incubation buccale avec garde uniparentale maternelle.

Au fil du temps, le nom tilapia devient une appellation commerciale mais regroupant génétiquement trois genres (Trewavas 1983) au sein des Cichlidae : Oreochromis, Sarotherodon et Tilapia (Zillii) tous originaires d’Afrique, du Proche et du Moyen Orient.

Dans le lac de barrage de Ziga, les espèces de tilapia majoritairement rencontrées et dont le régime fait l’objet de la présente étude sont : Oreochromis niloticus et Sarotherodon galilaeus (Neya, 2011).

2.1.1. Biologie de Oreochromis niloticus Linnaeus, 1758

2.1.1.1. Caractéristiques taxinomiques et morphologiques

Les principaux synonymes de Oreochromis niloticus (Photographie 1) que l’on peut trouver dans la littérature récente sont :

Labrus niloticus Linnaeus, 1758 ;

Chromis niloticus Günther, 1862 ;

Tilapia nilotica (Linnaeus, 1758) Boulenger, 1898 ;

Sarotherodon niloticus (Linnaeus, 1758) Trewavas, 1978.

Oreochromis niloticus fait partie de la famille des Cichlidae et de l’ordre des Perciformes. La nageoire dorsale formée d’une seule pièce comprend une partie épineuse présentant 17 ou 18 épines et une partie molle comprenant 12 à 14 rayons souples (photographie 1).

Oreochromis niloticus est facilement reconnaissable par ses rayures verticales blanches et noires de la nageoire caudale.

La teinte générale est grisâtre, relativement foncée chez l’adulte.

Le ventre et la lèvre inférieure sont blanchâtres ; les nageoires dorsales et anales sont grisâtres accompagnées parfois d’une lisière rouge très mince. Les nageoires pelviennes sont grises et les pectorales sont transparentes. Les mâles matures ont la gorge, le ventre et les nageoires impaires teintées de noir. Le mâle se distingue de la femelle par une papille génitale allongée tandis que chez les femelles, elle est courte et présente à son milieu une fente transversale appelée oviducte située entre l’anus et l’orifice urétral. Cette caractéristique permet de distinguer le mâle de la femelle lorsqu’ils atteignent une taille entre 9 à 12 cm soit 25 à 30 grammes.

La tête porte une seule narine de chaque côté ; l’os operculaire n’est pas épineux. Le corps comprimé latéralement, est couvert d’écailles cycloïdes et parfois d’écailles cténoïdes.

Photographie 1 : Oreochromis niloticus Linnaeus, 1758. (Source: Neya, 2017)

2.1.1.2. Habitat et mode de vie

La distribution géographique d’une espèce est liée à ses exigences écologiques.

Au niveau de Oreochromis niloticus, les facteurs écologiques connus qui ont une influence capitale sur la dynamique de cette espèce sont notamment : la température, la conductivité, le pH, la turbidité et/ou la transparence, le niveau de l’eau (variatio de la profondeur de l’eau), les précipitations. Oreochromis niloticus est un poisson thermophile. Sa distribution géographique est principalement déterminée par la température surtout la basse température. Dans son milieu naturel, l’espèce supporte des températures de 14 à 33° C, et résiste au laboratoire à des températures variant entre 7°c et 41°C.

L’espèce peut vivre dans des eaux dont la salinité varie entre 0.015 %0 et 30 %0 pendant plusieurs heures. Elle tolère une variation maximum de pH entre 8 et 11. Cette adaptation de l’espèce à de larges variations des facteurs écologiques explique sa capacité à coloniser des milieux différents (lacs profonds et peu profonds, eaux faiblement ou très fortement minéralisées, variation de pH, d’oxygène, et de salinité etc.,). Sa répartition originelle est strictement africaine, couvrant les bassins du Nil, du Tchad, du Niger, des Volta, du Sénégal et du Jourdain ainsi que les lacs du graben est-africain jusqu’au lac Tanganika.

2.1.1.3. Le régime alimentaire

Les arcs branchiaux de Oreochromis niloticus disposent des branchiospines fines, longues et nombreuses et de microbranchiospines lui permettant de filtrer l’eau qui y transite de son plancton. En milieu naturel, cette espèce est essentiellement phytoplanctonophage (Lauzanne 1988) et consomme des multiples espèces de chlorophycées, de cyanophycées, des euglonophycées, mais ceci ne l’empêche pas de consommer du zooplancton et même des sédiments riches en bactéries et diatomées (ibid). En milieu artificiel cette espèce est omnivore (euryphage).

2.1.1.4. La reproduction

Oreochromis niloticus fait partie des incubateurs buccaux uniparentaux maternels.

Lorsque les conditions abiotiques deviennent favorables, les adultes migrent vers la zone littorale peu profonde et les mâles se rassemblent en arène de reproduction sur une zone en pente faible et à substrat meuble, sablonneux ou argileux où ils délimitent chacun leur petit territoire et creusent un nid en forme d’assiette creuse. Les femelles vivent en groupe à l’écart des arènes et font des brefs passages suivis souvent de parade nuptiale de synchronisation sexuelle. La femelle dépose alors dans le nid un lot d’ovules que le mâle féconde immédiatement. La femelle reprend les œufs dans sa bouche pour incuber jusqu’à l’éclosion des œufs qui a lieu dans la bouche 4 à 5 jours après. Les alevins sont gardés dans la bouche jusqu’ à résorption totale de la vésicule vitelline (± 10 jours après éclosion).

Les alevins à la taille de 10 mm sont capables de rechercher leur nourriture et quittent définitivement leur mère.

Dans les milieux naturels, la première maturité varie selon le sexe et serait de 19 cm pour les femelles et de 20 cm pour les mâles.

2.1.2. Biologie de Sarotherodon galilaeus, Linnaeus 1758

2.1.2.1. Caractéristiques taxinomiques et morphologiques

Les synonymes :

Sparus galilaeus Linnaeus, 1758

Tilapia galilaea (Linnaeus) Boulenger, 1899

Sarotherodon galilaeus (Linnaeus,): Trewavas, 1973

Tilapia pleuromelas Duméril, 1859

Tilapia lateralis Duméril, 1859

Tilapia macrocentra Duméril, 1859

Sarotherodon galilaeus est de la famille des Cichlidae. Son corps a une couleur argentée. Les épines dorsales vont de 14 à 17 et les rayons mous dorsaux de 11 à 14. Il a 3 épines anales suivies de 9 à 12 rayons mous anaux. Les individus reproducteurs se reconnaissent par leur dos grisâtre, la couleur argentée ventrale et la marge rosâtre des nageoires dorsales et caudales.

Photogaphie 2 : Sarotherodon galilaeus, Linnaeus, 1758. (Source : Neya, 2017)

2.1.2.2. Habitat et mode de vie

On le rencontre partout et plus fréquemment en Afrique dans les bassins du Tchad, de la Volta, et du Niger. Ils prospèrent dans les zones peu profondes telles les rivières, les marécages et les pleines inondables. L’habitat favori sont les zones boueuses à faible débit (FAO, 1970).

Il aime les températures chaudes allant de 22°C à 23°C (Fukusho 1968). La température idéale pour la ponte est de 18°C. A 15 °C, les pontes s’arrêtent.

2.1.2.3. Le régime alimentaire

Sarotherodon galilaeus est végétarienne et phytoplanctonophage avec des préférences sur les diatomées.

Sarotherodon galilaeus est micro/macrophage. L’espèce puise l’essentiel de leur régime alimentaire du phytoplancton. Ils sont des filtreurs de pleine eau mais se nourrissent aussi de la péllicule détrique des fonds des plans d’eau riches en algues sédimentées. Le régime

16 planctonophage est sélectif (Johnson 1974). Toutes les algues du milieu peuvent être consommées mais les préférences sont basées sur des critères de taille, de forme, d’adhérence vis-à-vis du mucus qui couvre les branchiospines

2.1.2.4. La reproduction

Sarotherodon galilaeus est un incubateur buccal biparental (Trewavas, 1983). Il creuse dans les milieux meubles pour y déposer les œufs. Après la fécondation par le mâle, les œufs fécondés sont pris dans la bouche pour être éclos deux à trois semaines plus tard.

Après l’éclosion, les alevins sont libérés, mais les parents continuent à veiller sur leur sécurité.

2.2. Aperçu général sur les algues et leurs impacts sur la santé humaine, animale et les écosystèmes aquatiques

2.2.1. Aperçu général sur les populations algales

Les algues sont des organismes chlorophylliens et diffèrent des autres cryptogames par une organisation spécifique de l’appareil végétal. leur appareil végétatif est appelé thalle, c'est-à-dire, qui n’a ni tige, ni racine ni feuilles, ni vaisseaux conducteurs.

Selon Bourrelly (1990), les algues peuvent être divisées en six grands embranchements en se basant sur des critères de la coloration et de la réserve cellulaire. Mais l’évolution du matériel d’observations relatif à ces organismes microscopiques, tel le microscope électronique à balayage, permet de découvrir de nouvelles grandes lignées d’algues en se basant sur des éléments spécifiques permettant de mettre en commun ou d’isoler ces grandes lignées (Reviers, 2002). Il s’agit essentiellement des pigments, des glucanes de réserve, du nombre de membranes plastidiales, de la disposition des thylacoïdes, la forme des crêtes mitochondriales, l’appareil flagellaire, l’appareil photo récepteur et les grands types de structure péricellulaire.

La systématique algale est en pleine évolution (Zongo, 2011) avec les méthodes d’analyse chimiques et génétiques, l’utilisation des microsondes et du microscope électronique à balayage et surtout l’appui de la biologie moléculaire à la systématique et à la phylogénie (Enora, 2008). Selon Greuter et al., (2000) et Lapage et al., (1992), jusqu’à nos jours, certains embranchements continuent à se définir et la complexité de leur organisation

17 fait appel à une classification dépendant à la fois du Code International de Nomenclature Botanique (ICBN) et du Code International de Nomenclature des Bactéries (ICNB). On assiste à des nouvelles modifications taxinomiques dans la littérature. Parmi les multiples embranchements proposés dans la littérature, ceux de Bourrelly (1990) sont les plus utilisés par les auteurs.

L’auteur divise les algues en six catégories qui sont : les Cyanophyta, les Rhodophyta, les Chromophyta ou Heterokontophyta (selon certains auteurs), les Euglenophyta, les Pyrrophyta et les Chlorophyta.

Selon Zongo (2011), sur une population de 291 micro-algues inventoriées dans quelques réservoirs d’eau au Burkina Faso, les proportions des différents embranchements se présentent de la façon suivante: 57,04% de Chlorophyta, 23,38% d’Euglenophyta, 12,03% de Cyanophyta, 6, 53% de Heterokontophyta (Chromophyta), 1,03% de Dinophyta (Pyrrophyta). Aucun Rhodophyta n’a été rencontré. Il note par ailleurs qu’un taxon de cet embranchement a été rencontré en Côte d’Ivoire, par Ouattara et al., (2000), lors d’un inventaire, et représentait 0,34% sur une population de 296 taxa.

2.2.1.1. Les Chlorophyta ou algues vertes

Les Chlorophyta sont un groupe d’algues eucaryotes possédant un noyau bien individualisé; ils possèdent des plastes d’une couleur vert-franc, contenant de la chlorophylle a et b associées à de α et β carotène (pigment rouge) et des xanthophyles (pigment jaune) identiques à celles des plantes supérieures. Les réserves sont constituées d’amidon intraplastidial, colorables en bleu par la solution iodo-iodurée. Les formes nageuses portent deux à quatre flagelles de même taille. Les Chlorophyta regroupent plus de 600 genres et plus de 8000 espèces dont les quatre cinquième vivent en eau douce et sont représentées dans les eaux soudaniennes (Iltis, 1980). En dehors de leur capacité à eutrophiser les retenues d’eau, aucune étude n’a signalé la toxicité des Chlorophyta.

2.2.1.2. Les Euglenophyta

Les Euglenophyta sont des algues unicellulaires et flagellées avec des plastes verts contenant de la chlorophylle a et b associées à du β carotène et des xanthophylles. Ils sont plus rependus dans les eaux douces que dans les eaux saumâtres marines. Ils croissent dans les eaux polluées riches en matières organiques. Selon Iltis (1980), certaines espèces

18 emmagasinent de l’hématochrome (astaxanthine) et prennent une teinte rouge qui masque la teinte verte des plastes. Les réserves des Euglenophyta sont des graines de paramylon, qui ne se colorent pas à la solution iodo-iodurée.

Selon Bourrelly (1970), les formes flagellées unicellulaires libres peuvent être caractérisées de la façon suivante:

 un cytopharynx bien marqué avec vésicules contractiles présentant en général deux fouets de taille inégale, pourvus de mastigonèmes et un axe doublé par une armature flagellaire interne latérale ;  une cuticule structurée formée de bandes accolées, séparées par des stries, souvent disposées en hélice ;  des corps mucifères fréquents mais de structure très différente de celle des Cryptophycées.  des plastes avec des chlorophylles a et b ;  des réserves formées par du paramylon extraplastidial ;  présentent parfois un stigma qui est toujours indépendant des plastes.

Les Euglenophyta sont un embranchement indépendant à la fois des chlorophyta et des Chromophycophyta. La présence de la chlorophylle b les rattache au premier et la présence du paramylon extraplastidial les rapproche aux seconds. La structure de leur cytopharynx permet de les rapprocher aux dynophycées, aux Cryptophycées et aux Chloromonadines ou Raphidophytes. L’embranchement des Euglenophyta ne renferme qu’une seule classe, celle des Euglenophycées (Bourrelly 1970). La revue littéraire ne fait pas cas de production de toxines par cet embranchement.

2.2.1.3. Les Rhodophyta ou algues rouges

Ce sont le plus souvent des algues marines et leur présence dans l’eau douce se limite à une trentaine de genres (Iltis, 1980). Les pigments sont constitués de chlorophylle a et d, de α et β carotènes, des xanthophyles et des biliprotéines (phycoérythrines et phycocyanines). Les réserves sont constituées de rhodamylon ou amidon floridéen, extraplastidial prenant une teinte rougeâtre au contact de l’iode (ibid). En eau douce, la couleur des Rhodophyta est bleu –vert, rouge-violacé, vert sale ou vert noirâtre. Il n’existe pas de forme flagellée dans cet embranchement. Aucune production de toxine n’a encore été détectée dans ce groupe.

Selon Bourrelly (1970), ce groupe se différencie des autres par les éléments suivants :

 des pigments rouges et bleus masquant les chlorophylles ;  de l’amidon floridéen extraplastidial ;  des gamètes mâles sans fouet ;  un œuf se développant en organisme parasite greffé sur la plante mère de l’oosphère  et deux types de spore sans flagelle, asexués haploïdes ou tétraspores, sexués diploïdes ou carpospores.

2.2.1.4. Les Chromophyta /Chrysophyta/ Heterokontophyta

On reconnaît les Chromophyta par les chromatophores brun, jaunes ou vert-jaunâtre. Ils ne se colorent jamais à l’iode car ne possédant pas d’amidon. Il existe de nombreuses formes flagellées dont la plupart possède deux fouets inégaux. On distingue quelques classes dans ce groupe (Iltis, 1980): les Chrysophycées qui sont des organismes unicellulaires ou coloniaux rarement filamenteux, les Xanthophycées ont des plastes vert-jaune ou verts, les pigments bruns sont absents, les diatomées ou diatomophycées encore appelées bacyllariophycées. Ce dernier groupe est caractérisé par une paroi cellulaire imprégnée de silice formant une logette bivalve appelée frustule. Les Chrysophycées et les xanthophycées sont rares dans les eaux soudaniennes; cependant les diatomées composent une part importante de la biomasse dans ces eaux. Les Phéophycées sont des algues brunes toujours filamenteuses ou thalloïdes et ne sont jamais unicellulaires. Elles sont marines et très rares en eau douce. Elles ne produisent jamais d’amidon et les matières de réserve sont en laminarine et en mannitol. La reproduction se fait par des zoosporocytes uni ou pluriloculaires. Elles n’ont pas encore été signalées dans les eaux soudaniennes. Selon Bourrelly (1968), la classe des Chromophyta peut être divisée en trois sous- groupes à savoir :

 Les Acontochrysophycidées : ce sont des formes sans zoospore ou à zoospore sans fouet, amiboïdes ;

 Les Hétérochrysophycidées : ce sont les formes à zoospore à fouet unique ou à deux fouets différents, inégaux;

 Les Nadophycidées : ce sont les formes possédant un seul fouet entouré par une collerette cytoplasmique. En eau douce, elles sont largement représentées.

2.2.1.5. Les Pyrrhophyta ou Dynophyta

Les Dinophyta ou Pyrrophyta encore appelés Dinoflagellés ou péridiniens sont des protistes. Ils ont des plastes bruns, plus rarement rouges ou bleu-vert, contenant des chlorophylles a et c, du β carotène et parfois des biliprotéines. Ils sont en majorité marins mais quelques-unes seulement sont dulçaquicoles. Ils sont très diversifiés par leur comportement alimentaire. 50% des dinoflagellés sont hétérotrophes, mais on rencontre aussi des mixotrophes et des photosynthétiques.

Ils présentent un important nombre de formes unicellulaires biflagellées. Ils disposent de réserves, constituées d’amidon extraplastidial. Selon Iltis (1980), les pyrrophyta comprennent deux classes :

 Les Cryptophycées : elles sont toutes unicellulaires à fouets légèrement inégaux dirigés dans le Même sens dans une insertion latérale sortant d’un cytopharynx  et les Dinophycées ou Péridiniens ou encore appelées Dinoflagellés : les fouets sont dirigés perpendiculairement l’un par rapport à l’autre. On distingue un fouet longitudinal et un fouet transversal.

Parmi les Dinoflagellés, on rencontre dans les régions de France ou du Japon ou partout dans le monde aquatique, des espèces produisant des toxines dangereuses pour la santé humaine. Selon Charbonnier (2006), parmi ce groupe de Dinoflagellés, on a pu isoler quatre types de toxines ayant des effets diarrhéiques, paralysants, neurologiques et amnésiantes.

2.2.1.5.1. Les toxines diarrhéiques

Les symptômes produits sont connus sous le nom de Diarrheic Shellfish Poisoning (DSP) ou Intoxication Diarrhéique par Fruits de mer (IDFM)

La toxine est produite par les espèces Dinophysis fortii et Dinophysis acuta. Ces deux espèces produisent de l’acide okadaïque (O A) qui est successivement baptisé dinophysistoxine-1 (DTX-1) et dinophysistoxine-2 (DTX-2). Ces deux sont tous des inhibiteurs des protéines phosphatases, qui sont des enzymes impliquées dans le processus de

21 multiplication cellulaires. Cette phycotoxine qui est de l’acide okadaïque monocarboxylique de formule C44H68O13, est responsable de diarrhée d’où le nom de toxines diarrhéiques. Elle produit une diarrhée accompagnée de vomissement entre 30 et 60 minutes après son ingestion. Sont associées à cette toxicité avérée, des nouvelles découvertes comme les pecténotoxines, les yessotoxines et les azaspiracides.

D’après Billard et al., (2001), on a pu recenser dans ce groupe 14 principales espèces productrices de phycotoxines diarrhéiques (Dinophysis acuminata, D. acuta, D. caudata, D. fortii, D. norvegica, D. tripos, D. sacculus, Prorocentrum arenarium, P. belizeanum, P. faustiae, P. hoffmannianum, P. lima, P. maculosum, P. concavum).

Les toxines diarrhéiques sont de la famille structurale des phycotoxines polyéthers. La structure est constituée d’une longue chaîne carbonée, associée à des hétérocycles oxygènes. C’est une structure plus complexe que les toxines azotées. Ces toxines diffèrent des autres par leur caractère acide et une structure polyéther linéaire et macrocyclique. La base de l’acide constituant est l’okadaïque (AO).

Les molécules de cette toxine sont remarquables, grosse d’au moins 800 Dalton.

Elles sont liposolubles et solubles dans l’acétone, le dichlorométhane, le chloroforme et le méthanol.

2.2.1.5.2. Les toxines paralysantes

Sous le nom des symptômes qu’elles provoquent chez les êtres vivants, on les appelle Paralytic Shellfish Poisoning (PSP) ou toxines paralysantes par les fruits de mer (IPFM).

La molécule de base est la saxitoxine de formule brute C10H17N7O4, résultant de l’assemblage de quatre acides aminés constitués de trois molécules d’arginine et une molécule de méthionine, associées à un acide acétate. Les conséquences de cette intoxication sont souvent très sérieuses chez l’homme. Elles vont de la paralysie respiratoire à la mort après une consommation d’éléments contaminés tels les crabes, les huîtres, les moules, les palourdes, etc…., car la toxine a la faculté de s’accumuler à l’intérieur de ces fruits (Funari et Testai, 2008).

Les dinoflagellés responsables de ces toxines sont les genres Alexandrium, Gymnodinium, Gonyaulax et Pyrodinium. La toxine de base est la saxitoxine. Après l’ingestion des éléments contaminés, les symptômes commencent 30 minutes à 120 minutes (Marcaillou-Le Baut et al., 2001) par des troubles digestifs, accompagnés de troubles neurologiques graves comme la fatigue musculaire, des convulsions et paralysies flasques avec détresse respiratoire (Charbonnier, 2006). La gravité des symptômes dépend de la dose ingérée et de la sensibilité individuelle. Selon le même auteur, les symptômes ainsi décrits sont différents de ceux présentés par une infection virale ou bactérienne. La paralysie respiratoire peut entraîner la mort. Dans le cas contraire, la guérison est totale après quelques jours. Jusqu’aujourd’hui, il n’y a pas d’antidote à cette intoxication. Les mesures d’urgence seront, la vidange gastrique, l’administration du charbon actif ou des boissons alcalines qui activeront l’élimination de la toxine par les urines. Les cas graves sont assistés par une respiration artificielle pour compenser les effets paralysants (Charbonnier, 2006).

L’intoxication de l’homme ou de l’animal se fait par l’alimentation des organismes filtreurs contaminés, comme les coquillages. C’est, à cet égard, que l’OMS fixe la dose toxique tolérable à 80 µg pour 100 grammes de chair.

 Structure des toxines paralysantes

Les toxines paralysantes sont des bases tetrahydropuriques substituées.

Elles sont tricycliques à héterocycliques azotés. Deux molécules de base les constituent. Il s’agit de la saxitoxine de type alcaloïde et la néosaxitoxine. Ces molécules peuvent être sulfatés sur plusieurs carbones et donner plusieurs dérivés. La famille est alors constituée d’une vingtaine de toxines (Charbonnier, 2006), comprenant des cations divalents, tricycliques, ayant chacun deux groupes guanidines.

Selon Cembella (1998), sur la base des propriétés physico- chimiques, les toxines paralysantes sont classées en fonction de leur structure ; on distingue les carbamates (STX, neoSTX, GTX1-GTX-4), les N-sulfocarbamoyles (B1-B2, C1-C4) et les dérivés decarbamoyles (dc-analogues). Les composés les plus toxiques sont les carbamates et accessoirement les N-sulfocarbamoyles (ibid). Les dérivés decarbamoyles ont une toxicité intermédiaire.

 Propriétés des toxines paralysantes

Les toxines paralysantes sont instables en milieu alcalin et sensibles aux oxydants.

Elles sont par contre hydrosolubles, thermostables et stables en milieu acide.

Les dinoflagellés responsables de ces toxines colonisent les cinq continents du monde. En Afrique, les résultats disponibles sur ces algues proviennent des pays du Maghreb et l’Afrique du Sud, grâce au réseau de surveillance mis en place. Dans les autres pays d’Afrique, aucun réseau d’observation et de surveillance n’existe; d’où l’impossibilité de dresser une liste de ces dinoflagellés, voire établir leurs conséquences sur les écosystèmes aquatiques et la chaîne alimentaire surtout sur les êtres humains et les animaux.

2.2.1.5.3. Les toxines neurologiques (brevetoxines)

Le Neurologic Shellfish Poisoning (NSP) ou Intoxication Neurologique par les fruits de Mer (IFM)

La toxine appelée brevetoxine est synthétisée par un dinoflagellé du nom de Gymnodinium breve. Elle est responsable des troubles gastro- intestinaux et neurologiques, accompagnés de paresthésies (trouble de la sensibilité tactile).

La contamination à l’homme se fait par la chaîne alimentaire et l’inhalation des micro- algues à travers le vent. Ce dernier type de contamination se distingue par des irritations des voies respiratoires. Aucun décès chez l’homme n’a pas encore été signalé, mais des cas de mortalités de poissons et de problèmes respiratoires chez les hommes, sont répertoriés à travers le monde (Charbonnier, 2006).

Au point de vue structure, les brevetoxines sont de la famille des toxines polyéthers et sont constituées d’une longue chaîne carbonée. Les brevetoxines sont liposolubles.

2.2.1.5.4. Les toxines amnésiantes (acide domoïque et dérivés)

Les Ammesic Shellfish poisoning (ASP) ou Intoxication par les fruits de Mer (IPFM) est une neurotoxine amnésiante composée d’acide domoïque. Cet acide domoïque (AD) est produit par un genre de diatomée pennée, le Pseudo-nitzschia. La découverte de cette toxine et de son producteur a permis de montrer que les Dinophyta, les Cyanophyta et les bactéries n’étaient pas les seuls producteurs des phycotoxines. La neurotoxine amnésiante se constate

24 par la perte de mémoire et des troubles digestifs et neurologiques chez les consommateurs. Suite à sa découverte en 1987, la communauté scientifique s’est rendue compte qu’elle était à la base de certains décès constatés par empoisonnement chez les consommateurs. Des recherches poussées ont permis de montrer que la phycotoxine responsable était l’acide domoïque. Il a été isolé auparavant sur une algue rouge (Chondria armata domoi) au Japon (Wright et al., 1989).

On a remarqué qu’à l’instar des autres algues, cette diatomée ne produit qu’un seul type de toxines, l’acide domoïque. On a pu identifier à nos jours quelques sept espèces (Pseudo- nitzschia f. multiseries, P. pungens, P. seriata, P. australis, P. delicatissima, P. pseudodelicatissima et P. fraudulenta) du genre Pseudo-nitzschia produisant cet acide et une autre espèce de diatomée pennée, l’Amphora coffeiformis.

Au point de vue structure, l’acide domoïque est constitué d’un acide aminé secondaire tricarboxylique de formule C15H21N06 possédant 15 atomes de carbones ; la chaîne latérale a deux liaisons éthyléniques.

L'acide domoïque est thermostable, soluble dans les solvants aqueux et instable en milieu acide. Il est synthétisé à partir de la photosynthèse en utilisant deux composés : un acide aminé et le glutamate.

Les recherches poussées ont permis de découvrir que de nouvelles souches de cellules continuent à synthétiser de nouvelles toxines. En 1980, au Japon les Pectenotoxines (PTXs) ont été découvertes. Six ans plus tard, en 1986, il a été découvert la Yessotoxine et les chercheurs viennent de montrer que les espèces de Dinophyta, D. fortii et D. acuta synthétisent en sus de la saxitoxine, des DTXs, des PTXs (Charbonnier, 2006).

Cela nous rappelle que la surveillance des efflorescences algales ne doit épargner aucune souche d’algue en état d’efflorescence. Comme le souligne Charbonnier (2006), l’approche globale sur la lutte contre les toxines doit être basée sur l’effet biologique des toixines et non sur la recherche des toxines en elles-mêmes, afin d’éviter de passer à côté des toxines mal connues et potentiellement dangereuses.

2.2.1.6. Les Cyanophyta ou Schizophyta

Nous étudions plus en détail les Cyanophyta, car ils sont beaucoup plus présents dans les eaux tropicales et parmi eux, environ 40 souches ont été identifiées comme productrices de toxines (Duy et al., 2000). Les auteurs ne sont pas unanimes quant à leur prédation par les phytophages à cause de leur organisation cellulaire.

Les cyanophyta ou encore appelés Cyanobactéries, Schizophycées, myxophycées ou algues bleues sont des bactéries gram négatifs (le protoplasme et le cytoplasme sont colorés en rose par la coloration de Gram au microscope). Ces algues bleu-vert se répartissent en 150 genres regroupant quelques 2000 espèces (Duy et al., 2000).

Elles forment une seule classe, les Cyanoshchizophytinées, constituée de deux sous classes :

 les Coccogonophycidées qui représentent les formes solitaires ou coloniales, parfois filamenteuses mais sans hormogonies et se multiplient uniquement par spores unicellulaires. Il y a trois ordres dans cette sous classe : les Chroococales, les Chamaesiphonales et les Pleurocapsales avec 41 genres et plus de 300 espèces d’eau douce ;  et la sous classe des Hormogonophycidées, représentée par les formes filamenteuses (trichomes ou engainées) qui se multiplient par hormogononies pluricellulaires (Itlis, 1980). On distingue deux ordres : les Stigonématales et les Nostocales avec 70 genres et plus de 1000 espèces dulçaquicoles Bourrelly (1970). Certains auteurs divisent la classe unique des Cyanophyta en quatre ordres : les Chroococcales, les Nostacales, les Oscillatoriales et les Stigonématales. Ces Ordres regroupent 124 genres et 2500 espèces (Komarek et Anagnostidis, 1986 ; Komarek et Anagnostidis, 1989)

Selon Bourrelly (1970), trois principaux éléments caractérisent l’embranchement des Cyanophyta : absence de noyau à membrane définie (ce sont des procaryotes), de plastes et absence de reproduction sexuée. La reproduction est asexuée et se fait par division binaire c’est-à-dire d’une cellule mère à deux cellules filles, par division multiple ou par bourgeonnement (Enora, 2008). Il est important de noter que ces micro-organismes sont dépourvus d’organismes intracellulaires. Ils n’ont ni mitochondrie ni appareil de Golgi ni réticulum endoplasmique. Des thylacoïdes logent les pigments photosynthétiques

26 contrairement aux autres algues où les pigments photosynthétiques sont localisés au niveau des chloroplastes. Les Cyanophyta n’ont pas de formes flagellées.

Les Cyanophyta se séparent des bactéries par la présence de chlorophylle a, de pigments accessoires comme les phycobiliprotéines (les phycoérytrines et les phycocyanines). Ils possèdent entre autre, des caroténoïdes : β caroténoïde, ε caroténoïde, de la flavocine, de l’échinénone, de la zéaxanthine, de myxoxanthophylle, d’oscillaxanthine etc.

Les Cyanophyta produisent une amylopectine voisine du glycogène et qui prend une teinte brun- acajou avec la solution iodo-iodurée.

Il est à noter que certaines bactéries rouges ou vertes produisent également de la photosynthèse avec une chlorophylle appelée bactériochlorophylle. Cette photosynthèse n’est pas accompagnée de libération d’o2, car se produit en milieu anaérobie. Les pigments de ces bactéries ne sont pas des phycobiliprotéines et n’ont pas de β caroténoïde.

Selon Greuter et al. (2000) et Lapage et al. (1992), ces organismes sont classés jusqu’à présent, à la fois par le Code International de Nomenclature Botanique (ICBN) et le Code International de Nomenclature des Bactéries (ICNB).

La classification de l’ICBN qui est actuellement utilisée est basée sur la physiologie et la morphologie de ces organismes. Les critères de l’ICNB sont basés sur des paramètres morphologiques, physiologiques, biochimiques et génétiques.

 Le caractère spécifique des Cyanophyta

Comme cités plus haut, les Cyanophyta synthétisent plusieurs pigments qui leur permettent de mieux s’adapter aux conditions du milieu dans lequel ils vivent.

Selon Allen, (1984), les Cyanophyta synthétisent des pigments comme les caroténoïdes qui sont des photoprotecteurs qui les protègent contre une forte exposition aux rayons ultraviolets. Contrairement aux autres algues, certains Cyanophyta comme Nostoc, produisent (Vincent and Quesada, 1993) des pigments efficaces dans la réparation de cellules endommagées par le rayonnement solaire.

Selon Sinha et al., (2001), les Cyanophyta ont la possibilité de produire des composés comme les mycosporine-like amino acids, formant une sorte d’écran qui les protège contre les rayons ultraviolets.

Dans le domaine nutritif, les Cyanophyta disposent des vacuoles (vésicules gazeux) qui leur permettent, contrairement aux autres algues, d’aller dans les colonnes d’eau les plus profondes à la recherche de la nourriture. Ils sont aussi munis d’une capacité de constituer des réserves de phosphores en polyphosphates et d’azote sous forme de Cyanophycine et de phycocyanine lorsque ces derniers sont abondants dans le milieu (Oliver and Ganf, 2000).

Les Cyanophyta disposent également d’une capacité de différenciation cellulaire leur permettant de survivre dans un environnement défavorable (Komarek et al., 2003). On distingue : les cellules végétatives dont le contenu chez certaines espèces est granulaire et chez d’autres des vésicules à gaz permettent de réguler leur flottabilité dans les colonnes d’eau ; les hétérocystes qui sont des cellules spécialisées, chez certaines formes filamenteuses avec des parois épaisses et spécialisées dans le captage de l’azote atmosphérique (N2) et sa + transformation par des enzymes, la nitrogénase, en sel ammonium (NH4 ) nutritifs ; les akinètes sont riches en polypeptides et sont des cellules différenciées à parois épaisses et observables chez certaines espèces filamenteuses. On les appelle des cellules de résistance. Elles permettent la survie de celles-ci pendant les conditions environnementales défavorables. Ces cellules, lorsque les conditions deviennent impossibles à leur survie, migrent dans les sédiments et vivent de leurs réserves d’hydrates de carbone par respiration et ce, pendant plusieurs mois, voire des années, attendant des conditions favorables pour générer des cellules végétatives qui permettent à l’algue de reprendre vie (Latour et al., 2004). Les résultats de plusieurs études ont confirmé les phases pélagiques et benthiques des Cyanophyta comme le Microcystis sp. (Brunberg and Blomqvist, 2003) en cas de conditions environnementales défavorables. Une propriété importante pour les Cyanophyta et inquiétante pour les réserves d’eau de la planète, est la capacité de ces algues à se développer dans des eaux thermales de 15 à 30°C et voir leur sécrétion de toxine augmenter lorsque la température se situe entre 25°C et 30°C (Rapala et Sivonen, 1998). Ce facteur spécifique semble inquiétant au regard des changements climatiques qui s’observent de nos jours. Selon Hobson et Fallowfield (2003), l’élévation de la température et du rayonnement lumineux augmente également l’excrétion de

28 la nodularine. Les travaux de Sivonen (1990) aboutissent aux mêmes effets dans la sécrétion de toxine par Oscillatoria agardhii.

 Les pigments spécifiques

Les Cyanophyta synthétisent plusieurs pigments spécifiques qui leur permettent de tirer avantage des autres algues dans leur environnement.

Ils possèdent des caroténoïdes (comme toutes les autres algues) qu’ils synthétisent en très grande quantité pour protéger les cellules de la photo inhibition. Ils disposent aussi des pigments accessoires comme les phycobiliprotéines (phycocyanine, l’allophycocyanine et la phycoérythrine) qui, de concert avec les caroténoïdes, permettent aux cellules de continuer leur croissance en cas de forte luminosité (Paerl et al, 1983). Ces pigments assurent la production photosynthétique à des faibles intensités lumineuses et à de faibles longueurs d’onde en profondeur des retenues d’eau (Oberhaus et al., 2007). Pour lutter contre les ultraviolets susceptibles d’endommager les cellules, les Cyanophyta synthétisent des mycosporine-like amino acids qui sont des écrans solaires de protection (Sinha et al., 2001).

 Capacités d’adaptation

Les Cyanophyta sont des organismes procaryotes qui utilisent toutes les stratégies pour s’adapter dans le milieu (terrestre, marin et dulçaquicole) dans lequel ils vivent.

Certains Cyanophyta forment des associations symbiotiques avec les diatomées, les angiospermes, les gymnospermes, avec surtout les champignons pour donner naissance aux lichens.

Pour s’alimenter, les Cyanophyta utilisent des stratégies pour se déplacer d’un milieu à un autre en utilisant des mouvements verticaux et horizontaux. Ces mouvements sont possibles grâces à la modulation des vésicules à gaz (Walsby et al., 1997). Ces mouvements sont également possibles chez certains genres grâce à une rotation hélicoïdale ou par glissement des filaments (Bourrelly, 1985).

Cette stratégie migratoire permet à certains Cyanophyta de coloniser les sédiments pour profiter du phosphore et de l’azote, mais aussi de pouvoir remonter à la surface d’eau pour leur besoin en lumière (Enora, 2008) en vue d’assurer une pleine production photosynthétique. Les résultats des études de Humbert et al., (2005), indiquent qu’il n y a pas

29 de différence entre les Cyanophyta sédimentaires et ceux trouvés à la surface de l’eau. Il s’agit d’une stratégie développée par les Cyanophyta pour mieux s’alimenter au détriment des autres algues.

 Structure des Cyanotoxines

Les Cyanotoxines sont des toxines naturelles émises par certains Cyanophyta. Ces toxines sont des molécules intracellulaires et de structures variées. Elles se trouvent dissoutes dans l’eau lors de la mort ou de la lyse cellulaire (Duy et al., 2000). Une même espèce peut produire plusieurs différentes toxines et une même toxine peut être produite par plusieurs genres différents (par exemple : Microcystis et Anabaena produisent des microcystines). Selon les travaux de Duy et al., (2000), quarante (40) espèces de Cyanophyta sont capables de produire différentes substances toxiques. De plus, ces quantités de toxines produites sont non seulement très variables au sein d’une même espèce mais aussi sont fonction des conditions environnementales. Les hommes ou les animaux peuvent être exposés à ces toxines à travers l’eau contaminée, soit en la consommant soit en s’y baignant. Les effets les plus gravement constatés chez les victimes sont fréquemment la consommation d’eau contenant des toxines ou l’ingestion accidentelle d’eau contenant des toxines lors des baignades.

Au regard de la complexité que présentent les toxines Cyanobactériennes, elles sont classées en fonction de l’organe qu’elles affectent ou de leur structure chimique.

 Classification des cyanotoxines En fonction des organes qu’elles affectent, on distingue les hépatotoxines (foie), les neurotoxines (le système nerveux) et les dermotoxines (peau) de nature lipopolysaccharide (Duy et al., 2000). En fonction de leur structure chimique, on rencontre des peptides cycliques, des alcaloïdes ou lipolysaccharides.

2.2.1.6.1. Les dermatotoxines

Les dermatotoxines sont des alcaloïdes et des lipopolysaccharides (LPS), constituants de la membrane cellulaire comme chez toutes les bactéries gram négatifs (Pitois et al., 2000). Au contact avec ces endotoxines, les effets induits peuvent aller de la simple irritation de la peau et des yeux à des complications comme les gastro entérites et les lésions vasculaires (Heumann et al., 2002). Les alcaloïdes dermatoxiques jusqu’à présent détectés sont la lyngbyatoxine-a, L’aplysiatoxine et la débromoaplysiatoxine.

La lyngbyatoxine-a peut causer des inflammations sévères et des dermatites au niveau du tractus gastro intestinal et de la bouche (Carmichael, 1997). Les effets de l’aplysiatoxine et de la débromoaplysiatoxine se manifestent par des inflammations sévères et sont aussi reconnues comme de puissants promoteurs de tumeurs cutanées (Fujiki et al., 1990) et surtout des activateurs de la protéine kinase C (Sivonen et Jones, 1999). L’aplysiatoxine provoque des saignements au niveau des artères pulmonaires et de l’intestin grêle. La lyngbyatoxine provoque aussi les mêmes effets au niveau des organes comme l’intestin grêle. Les études menées à ce sujet par Ito et al., (2002) montrent que cette toxine, à grande dose, entraîne chez la souris, une inflammation des poumons, une érosion de l’estomac, du colon et de l’intestin grêle.

2.2.1.6.2. Les neurotoxines: toxicité et structure

Les neurotoxines sont des alcaloïdes qui agissent sur le système nerveux. Elles sont des molécules labiles qui se décomposent en composés non toxiques dans les conditions naturelles (Duy et al., 2000). On distingue trois grandes familles: la famille des Anatoxines (ATX) qui sont composées d’Anatoxine-a et d’Anatoxine–a(s), la famille de la saxitoxine (STX) qui comprend la Néosaxitoxine et la famille de β-N-méthylamino-L-alanine (BMAA). Selon Melanie (2012), ces trois familles de toxines agissent sur la jonction neuro- musculaire mais chacune d’elle possède une toxicité, un mécanisme d’action et une structure différente. La complexité des neurotoxines réside dans le fait que plusieurs genres appartenant à différents embranchements fabriquent les mêmes toxines dont la toxicité et le mode de transmission diffère. Selon Chevalier et al. (2001), la saxitoxine (STX) et la Néosaxitoxine sont aussi synthétisées par d’autres groupes d’algues tels les dinoflagellés responsables d’intoxication alimentaire à travers les fruits de mer et les produits dulçacicoles.

Au niveau des Cyanophyta, ces mêmes toxines sont produites par Aphanizomenon flos-aquae (Chorus et Bartram, 1999) et contaminent à partir de l’eau de boisson, l’ingestion accidentelle des eaux récréatives et la chaîne alimentaire contaminées. Autant dire que les fruits de mer et les produits dulçaquicoles constituent un risque potentiel permanent d’intoxication pour les consommateurs et les manipulateurs de ces produits.

 L’anatoxine-a

L’anatoxine-a est une amine secondaire de la famille des alcaloïdes pesant 165 DA (Mélanie, 2012). Elle est soluble dans l’eau et constitue une puissante toxine de déploration postsynaptique qui agit en mimant l’effet de l’acétylcholine (Sivonen et Jones, 1999). Elle bloque la communication entre les neurones et les cellules musculaires donc le messager est l’acétylcholine. Il s’ensuit une paralysie musculaire empêchant tout mouvement au sujet. Selon Devlin et al. (1977), la toxicité en 24 h de l’anatoxine-a en DL50 ip a été prouvée chez les souris à 250 µg/kg pc.

 L’anatoxine-a(s)

Cette toxine inhibe de façon irréversible l’acétylcholinestérase. Elle soumet au sujet une salivation continue. Elle est plus toxique que l’anatoxine-a. Selon Carmichael, (2001), sa DL50 ip en 24h chez des souris est 20 μg/kg p.c. L’anatoxine –a(s) est un ester phosphate d’une N-hydroxyguanine de 252 Da.

 La saxitoxine et la néosaxitoxine

L’action de ces deux toxines est identique. Elle consiste à bloquer les canaux de sodium des neurones, empêchant ainsi la transmission de l’influx nerveux (Kao, 1993). Elle empêche également la propagation de l’influx des cellules cardiaques en bloquant les canaux de calcium et de potassium de ces cellules (Su et al., 2004).

La DL50 en ip en 24h, de ces toxines est de 10 à 30 µg /kg p.c. (Chorus et al., 2000).

Cette sous famille comporte 27 variantes moléculaires de 24 à 491 Da. Les sous- produits de ces toxines deviennent souvent toxiques (Sivonen et Jones, 1999).

 La β-N-méthylamino-L-alanine (BMAA)

La β-N-méthylamino-L-alanine est une neurotoxine de masse moléculaire de 118,13 Da. C’est un acide aminé qui existe sous la forme libre ou liée à une protéine. Quelle que soit la forme qu’elle prend, elle provoque l’excitation des neurones causant des dommages souvent irréversibles. Antagoniste du glutamate, la BMAA peut causer la mort des neurones moteurs à des faibles concentrations entre 10-et 30 µM/L (Lobner et al., 2007).

2.2.1.6.3. Les hépatotoxines

Les hépatoxines sont impliquées dans l’intoxication du foie. Elles agissent également sur d’autres organes comme les reins et les intestins (Sivonen et Jones, 1999).

On a pu isoler jusqu’à présent trois types d’hépatoxines : la Microcystine, la nodularine et la Cylindrospermopsine.

 Les microcystines

Ce sont des heptapeptides cycliques qui comptent cinq acides aminés non protéiques et deux acides aminés protéiques. Ces acides aminés se rejoignent à l’extrémité pour former une structure cyclique. De nos jours, 75 variantes de Microcystine ont été identifiées. On les différentie par la position 2 et 4 des deux acides aminés protéiques à travers la nomenclature de Jaiswal et al., (2007), qui désigne chaque acide aminé par une lettre unique. La distinction des Microcystines est caractérisée par la formule générale : D-Ala1-X2-D-Me-Asp3-Z4-Adda5- D-Glu6-Mdha7. ou X et Z sont des acides aminés. Les acides aminés les plus rencontrés sont la leucine (L), l’arginine (R), la tyrosine (Y) et la microcystine –LR (MCs) qui est la plus répandue et la plus étudiée. Les microcystines LR sont pourvoyeurs de tumeurs au niveau du foie. Selon Sivonen et Jones, (1999), les MCs sont des inhibiteurs des protéines phosphatases 1 et 2A (PP1 et PP2) de la synthèse de l’acide aminée sérine et thréonine. Selon Hotto et al.,

(2007), les soixante- quinze variantes n’ont pas la même toxicité. La DL50 24 h intrapéritonéale (ip) chez les souris varie de 25 à 1200 µg/kg p.c. Il est à noter que les MCs restent actives après ébullition. En milieux naturels et à la noirceur, les MCs persistent des mois et même des années (Mélanie, 2012). Ils restent stables à des conditions d’oxydation chimiques (Sivonen et Jones, 1999). Les genres identifiés comme principaux producteurs de ces microcystines sont essentiellement Oscillatoria, Nodularia, Microcystis, Planktothrix et Aphanizomenon.

 La nodularine

La nodularine (NOD) est un peptide cyclique de cinq acides aminés pesant 824 Da de structure générale D-MeAsp1-L-Arg2- Adda3- D-Glu4- Mdhb5.

C’est un pourvoyeur de tumeur cancérogène et un puissant inhibiteur de protéines de types phosphatases (PP1A ou PP2A) de la synthèse des acides aminés, sérine et thréonine

(Sivonen et Jones, 1999). L’inhibition peut entraîner une nécrose massive des hépatocytes provoquant une hémorragie interne et ultimement la mort.

La DL50 ip en 24 h de la NOD est de 50 µg/kg p.c. chez la souris (Chorus et al., 2000) ;

 La cylindrospermopsines

Ce sont des cyanotoxines de types alcaloïdes qui possèdent des effets cytotoxiques et hépatotoxiques. Elles possèdent une unité guanidine tricyclique et une masse moléculaire de 415 Da (https://fr.wikipedia.org/wiki/Cylindrospermopsine,consulté le 5 août 2015). La cylindrospermopsine est une toxine agissant principalement sur le foie mais aussi sur les autres organes comme les poumons, les reins, le thymus, les glandes surrénales, la rate et le cœur. De façon irréversible, elle inhibe la synthèse des protéines, et cause la nécrose des cellules hépatiques (Duy et al., 2000).

Selon Humpage et al. (2005), la toxicité de la cylindrospermopsine se fait en deux temps :

- une toxicité rapide est enclenchée par la biotransformation de la cylindrospermopsine P450 en des dérivées toxiques ; - et ensuite une toxicité à long terme engendrée par l’inhibition de la synthèse protéique.

La DL50 ip en 24 heures chez la souris serait de 2100 µg/kg.p.c.(Ohtani et al., 1992).

2.2.2. Les facteurs influençant la toxinogénèse des algues

Selon Charbonnier (2006), l’étude de la toxinogenèse des cellules algales impose d’abord la classification des toxines en catégorie, comme les toxines azotées, les toxines polyéther etc. Les toxines azotées possèdent dans leur structure des atomes carbonés et des atomes azotés. Ces deux éléments vont constituer des facteurs limitants dans leur environnement. La saxitoxine et ses dérivés appartiennent à ce groupe. Les toxines polyéther ont dans leur structure un élément carboné. Le carbone sera le facteur limitant dans ce groupe. Selon le même auteur, deux types de facteurs peuvent influencer la production de toxines. Il s’agit des facteurs génétiques et environnementaux. En effet, il a été démontré que les facteurs physico chimiques, biologiques et nutritifs, influenceraient la synthèse des phycotoxines (Van

Coillie et Van Coillie, 2010; Lavoie et al. 2007; Sivonen and Jones, 1999; Pattanaik et al., 2010; Sivonen, 1990; Van der Westhuizen et Eloff,1983; Caraco et Miller, 1997; Blomqvist et al., 1994; Grzebyk et Sechet,2001).

2.2.2.1. Les facteurs physico-chimiques et biologiques

Les facteurs environnementaux participent à la synthèse des phycotoxines. Il s’agit des facteurs physico-chimiques comme le pH, la température, le taux de salinité, l’azote, le phosphore, la luminosité, la croissance cellulaire etc.

2.2.2.1.1. Les facteurs physico chimiques

Les facteurs physicochimiques jouent un important rôle dans la synthèse et la libération des phycotoxines. A travers la littérature beaucoup d’auteurs confirment l’importance de certains facteurs physico-chimiques limitant la synthèse et la libération des phycotoxines. Il s’agit de la lumière, du potentiel hydrogène, de la température, le phosphore total et l’azote total. D’autres facteurs chimiques participent à la phytoxinogenèse des cellules algales mais ne sont pas considérés comme des facteurs limitants à cause de leur abondance dans les milieux. Il s’agit du potassium qui est un activateur d’enzyme indispensable aux cellules, le sulfure qui est important pour la structure des protéines, le calcium participe au fonctionnement des membranes cellulaires, le magnésium est indispensable pour le transfert du phosphate, le manganèse participe au métabolisme de l’azote.

 La lumière

La lumière est un facteur indispensable à la photosynthèse du phytoplancton. Une baisse de l’éclairement diminue la croissance du phytoplancton et baisse par conséquent la production des phytotoxines. Il est démontré que les toxines les plus élevées sont constatées dans les zones les mieux éclairées, 20-142 μmol/m2/s (Lehtimäki et al., 1994; Van der Westhuizen et Eloff, 1985). Des études plus poussées ont montré que les relations entre l’éclairage et la phytogénèse varient en fonction de la plage d’éclairage de chaque souche relative à sa longueur d’onde lumineuse de croissance optimale. Par exemple, la production de la microcystine est abondante dans la plage de longueur d’onde lumineuse entre 25 et 40µmol/m 2 /s. (Rapala et Sivonen, 1998. Rapala et al., 1997; Watanabe et Oishi, 1985).

Plusieurs auteurs sont unanimes que les toxines ne sont pas produites en phase d’obscurité (Pan et al. 1999).

 La température

A travers la littérature, on a des divergences sur les relations entre la température et la production des toxines algales. Selon Grzebyk et Sechet (2001), les études effectuées sur la neurotoxine amnésiante montrent qu’à basse température, la production diminue mais la toxine est libérée dans la nature. D’autres études ont montré que le rayonnement lumineux et les températures élevées favorisent énormément la sécrétion de toxine faite par Oscillatoria agardhii (Sivonen, 1990). Les résultats des études menées par Jöhnk et al., et par Paerl et Huisman, 2008, ont montré que les étés exceptionnellement chauds favorisent le développement des Cyanophyta. Il a été démontré que des températures situées entre 25°C et 30°C, augmentent la production de toxines des Cyanophyta (Rapala et Sivonen, 1998).

 Le pH

Un pH élevé ou un pH très faible favorise la synthèse de certaines souches productrices de toxines. Par exemple la synthèse de MCs de Microcystis aeruginosa est plus élevée dans les conditions ci-dessous citées (Van der Westhuizen and Eloff, 1983). Cependant, il est important de noter la différence entre les auteurs quant à l’influence du pH sur la synthèse et la libération des toxines algales.

A cet effet, Jaiswal et al., (2007) conclut dans leurs travaux que le pH n’a pas d’effet significatif sur la toxinogenèse de Microcystis aeruginosa.

 Le phosphore total

Le phosphore se trouve dans le milieu aquatique sous différentes formes. La forme particulière et la forme dissoute. Le phosphore total est constitué dans l’eau de ces deux formes.

La forme particulière peut être d’origine biologique ou d’origine minérale. Il est un facteur important dans le développement des algues notamment les cyanobactéries. La déficience des cellules en phosphore provoque l’arrêt de la croissance des cellules algales. En milieu naturel, le phosphore est le principal facteur limitant dans le développement des

36 algues. La quantité de phosphore stimule la croissance des algues notamment les Cyanobactéries et produit d’avantage de toxines.

D’importantes quantités de MCs synthétisées par Pseudanabaena sp., Microcystis aeruginosa et Oscillatoria agardhii ; d’ATX-a, synthétisées par Aphanizomenon sp et de NOD , synthétisées par Nodularia spumigena, sont constatées dans le milieu où le phosphore est important. Il est l’élément limitant dans le développement des Cyanobactéries (Van Coillie et Van Coillie, 2011). Grzebyk et Sechet, (2001) montrent que l’optimisation de la production de toxines est atteinte si le rapport N/P est de 16 dans la cellule.

Une étude réalisée par Pattanaik et al. (2010) démontre que les concentrations maximales de NOD intracellulaire rejetées dans l’environnement sont maximales si la quantité d’oxygène est importante.

 L’azote total

La synthèse des phycotoxines diffère selon que la souche algale est fixatrice ou non d’azote. Dans les milieux pauvres en azote, on observe une production plus importante de phycotoxines chez les souches azotées. C’est le cas de la diatomée pennée Pseudo-nitzschia, ou les Cyanophyta comme Nodularia sp., Pseudanabaena sp., Aphanizomenon sp., Cylindrospermopsis sp, et Nostoc qui produisent une quantité importante de toxines, comme l’AD, la NOD, la MC et l’ ATX-a, la cylindrospermopsine et saxitoxine et Beta méthylamino- L –alanine (BMAA) dans des milieux pauvres en azote.

 Les autres souches non fixatrices d’azotes comme Microcystis sp. et Oscillatoria sp ne produisent de phycotoxines en quantité que quand le milieu est riche - en azote et sous la forme assimilable, comme les nitrates (NO3 ), ou d’ion ammonium + (NH4 ) (Sivonen, 1990).

 Le CO2 libre dans l’eau

Le Dioxyde de carbone CO 2 est un élément indispensable à la survie des algues car elles en ont besoin pour la photosynthèse (production du carbohydrate).

Le CO2 libre dans l’eau est directement utilisé par les algues. Mais certaines ont le pouvoir de le prélever directement du carbonate lorsqu’il devient limitant et que – l’hydrogénocarbonate (HCO3 ) est abondant. Il est important de souligner que le carbone

37 inorganique est rarement limitant dans les écosystèmes aquatiques, mais il le devient souvent pour les algues benthiques lorsque la turbidité de l’eau devient importante et que le pH est supérieur à 8,5.

2.2.2.1.2. Les facteurs biologiques

Les facteurs biologiques qui influencent la synthèse et la libération des phycotoxines sont essentiellement la présence des prédateurs, des compétiteurs et le cycle de vie de l’algue en l’occurrence pendant la phase de croissance cellulaire, pendant la phase stationnaire et en fin de croissance.

 Les facteurs génétiques

Plusieurs facteurs influencent, dans l’environnement, la toxinogenèse (Kardinaal et Visser, 2005) parmi lesquels les facteurs génétiques jouant un rôle non négligeable dans la production de phycotoxines, aussi bien chez les cyanophyta, les dinophyta que chez les bacillariophyta de souches productrices de toxines.

Des études ont montré que la capacité des algues à produire des phycotoxines est favorisée par des facteurs génétiques. Par exemple la production de phycotoxine est observée chez les polyéthers pendant la phase de croissance des micro- algues. Elle se constate aussi pendant la phase stationnaire et la toxicité atteint son maximum en fin de phase de croissance ou en début de phase de croissance (Charbonnier, 2006; Kaebernick et Neilan, 2001 ; Lavoie et al., 2007 ; Belov , 1998). En effet, Belov (1998) a démontré sur une culture d’Oscillatoria sp, l’augmentation de la sécrétion de toxines pendant la pleine phase de croissance. Lavoie et al., (2007) ont montré que la quantité de toxine dans l’eau n’est pas fonction de la quantité de la biomasse algale mais de la période de croissance maximale. Les études menées par Long et al., (2001) ont montré à travers les résultats de leurs travaux que la microcystine de Microcystis aeruginosa peut être prédite à partir de la croissance cellulaire.

Il est aussi important de souligner que les fortes variations saisonnières et géographiques ont un impact sur la production de certaines phycotoxines émises surtout par les dinoflagellés (Lee et al., 1989). Par exemple les quantités des IDFM sont produites différemment d’une région à l’autre (Charbonnier, 2006). Le même cas a été constaté en Irlande où dinophysis produit de la DTX-2, alors qu’en Amérique du Nord et au Japon, il produit DTX-1 (Amzil et al., 2001b).

 Présence de prédateurs et de compétiteurs

Une grande partie de phycotoxines produites sont des métabolites secondaires. Par opposition aux métabolites primaires (acides aminés, lipides, sucres, acides nucléiques etc.) dont le rôle est d’assurer certaines fonctions tels que la croissance, la nutrition et le développement normal de la plante. Les métabolites secondaires ne participent pas directement à la nutrition de la plante et par conséquent à son développement (htt://fr.wikipedia.org/wiki/Métabolites consulté le 20 juillet 2015). Dans la littérature, cette méconnaissance du rôle exact de la production des phycotoxines, sera assimilée à une stratégie de défense contre les prédateurs ou les compétiteurs (Jang et al., 2003). Mais il y a lieu de signaler que dans la littérature, beaucoup d’auteurs réfutent la thèse pour laquelle les phycotoxines sont produites pour repousser les prédateurs ou les compétiteurs.

2.2.3. La toxicocinétique des cyanotoxines

La toxicocinétique est l’étude de la toxicité des cyanotoxines entrant dans un corps vivant et de sa dispersion lorsqu’elles sont absorbées par l’organisme. Comme toutes les toxines, la toxicocinétique des cyanotoxines comprend quatre phases qui sont : l’absorption, la distribution, le métabolisme ou la biotransformation et la phase d’élimination finale par l’excrétion.

A travers tout le processus, la phase de biotransformation est souvent la plus délicate. C’est un processus dans lequel la cyanotoxine d’origine subit une transformation catalysée par des enzymes spécifiques en métabolites convertis en dérivés conjugués, aboutissant à l’atténuation de la toxicité de la substance.

Au niveau des cyanotoxines certains métabolites et dérivés conjugués sont plus toxiques que la cyanotoxine d’origine (Van Coillie, 2011). Par exemple, les études de Hall et al., (1990) montrent que les dérivés conjugués de la saxitoxine augmentent de six fois la toxicité initiale après la biotransformation de la saxitoxine mère.

2.2.4. Conséquences des traitements des algues aux algicides

Un algicide est une substance active (pesticides) destinée à tuer (biocide) ou à lutter contre le développement des algues (https://fr.wikipedia.org/wiki/Algicide : consulté le 09/08/2015). Les algicides fréquemment utilisés sont: les sels de fer, le sulfate de cuivre, le benzalkonium de chlore et les résines de sels d’amine.

Les algicides sont efficaces dans l’élimination des algues mais possèdent de multiples conséquences sur la santé humaine, animale et sur l’environnement après le traitement de l’eau. Souvent des surfactants sont ajoutés à la matière active des algicides pour exacerber leur toxicité et leur écotoxicité mais les effets restent les mêmes à moyens et long termes sur la santé humaine, surtout quand l’eau est destinée à la boisson ou à la baignade.

Les algicides tuent les algues et augmentent la quantité de toxines dans l’eau car les toxines sont intracellulaires. Ils agissent également, selon certaines études, avec la matière organique (acides humique, fulvique, etc.,) pour créer des trihalométanes (THM) qui sont des sous-produits et qui seraient responsables de certains cancers de la vessie, du rectum et du colon (Mills et al., 1998, Morris et al. 1992, Bisson et Gaudreau 1992). Ces THM seraient aussi responsables d’un certain nombre d’anomalies fœtales comme les malformations congénitales, le retard et le faible poids des enfants à la naissance (Mills et al., 1998).

D’autres études ont révélé un possible lien entre l’exposition aux THM des femmes en grossesse, et certains effets comme les malformations congénitales, les avortements spontanés et les retards de croissance fœtale (Dodds et King, 2001).

Les études sur l’exposition prolongée des THM et des acides acétiques aux souris et aux rats , ont permis d’observer le développement des cancers de foie, de colon et des reins (Mills et al., 1998b) au sein des populations soumises aux expériences.

La structure chimique des THM peut être décrite comme étant constituée d’un seul atome de carbone lié à des halogènes dont la structure générale est de CHX3 ou X est du chlore, du brome ou la combinaison des deux éléments. Ils ont une demi-vie allant de 26 jours à 260 jours surtout pour le chloroforme et de deux mois environ pour les autres THM bromés. Ils se dégradent dans l’air et par réaction photooxydative (OMS, 2000). La contamination des THM se fait principalement par ingestion de l’eau. Il existe d’autres voies d’absorption non moins importantes, notamment l’inhalation et le contact cutané lors des douches et des bains (Lévesque et al., 2002; Backer et al., 2000). Les THM se présentent sous différentes formes,

40 toutes incompatibles à la santé humaine les unes, les autres. Ils sont présents à différentes concentrations dans les eaux potables. Les principaux sous-produits de THM que l’on retrouve dans l’eau de robinet sont les chloroformes, les bromoformes, les bromodichlorométanes et les dibromochlorométhanes.

En sus des THM issus de la chloration avec les matières organiques, d’autres sous- produits sont aussi engendrés par le même processus (contact matière organique-chlore). Ces sous-produits sont aussi toxiques pour la vie humaine et animale mais moins dangereuses que les THM, car ils ne sont pas volatils. Il s’agit essentiellement des acides acétiques halogénés (AHA), des acétonitriles halogénés, des cétones halogénées, des aldéhydes chlorés, des chlorophénols, du trichloronitrométhane etc. Au regard des conséquences dues à la chaîne de traitement de l’eau aux produits chimiques, les pages littéraires indiquent aisément que la qualité d’une eau potable consommable sans risque essentiel est fortement liée à celle de l’eau brute utilisée.

2.2.5. Intoxication de phycotoxines et des Cyanotoxines dans le monde selon la littérature épidémiologique

La contamination par les Cyanobactéries et autres algues (dinoflagellata, cynophyta et diatomées) constitue de nos jours une menace pour l’environnement, la santé humaine et animale (Chorus et bartram, 1999) voire un problème de santé publique pour le monde entier. A travers la littérature, de nombreux incidents d’intoxications humaine et animale par phycotoxines et cyanotoxines ont été relatés à travers le monde (annexe 4). De malheureux cas de 52 morts d’hommes sur 116 patients à Caruaru, au brésil, ont été constatés dans un centre d’hémodialyse suite à une exposition de l’eau contaminée aux MCs (Azevedo et al., 2002 ).

Les sujets les plus vulnérables dans les intoxications ont été essentiellement les enfants après contact avec l’eau contaminée et surtout les animaux, car buvant l’eau au bord des rives dans lesquelles se trouve la plupart des Cyanobactéries entrainées par le vent. Les annexes 3,4,5 et 6, indiquent quelques cas d’intoxications aiguës dues à la présence de Cyanotoxines dans l’eau de boissons, les dialyses ou dans l’eau de baignade. Elles répertorient également quelques algues sécrétant des toxines, reconnues incompatibles à la santé humaine, animale et à l’environnement. Les intoxications étudiées portent sur les intoxications aiguës, car elles ont un effet immédiat et observable. Pour les intoxications sub-chroniques et chroniques, il y a

41 très peu d’études dues aux caractères complexes. Chez les animaux, les auteurs indiquent que l’exposition aux toxines pendant longtemps, provoque l’apparition des tumeurs. Chez les humains, la consommation répétée de toxines causerait beaucoup plus de dégâts à l’organisme que les effets des intoxications aiguës.

Les principales voies de contamination ont été, essentiellement, l’ingestion de l’eau de consommation, l’hémodialyse, le contact et l’ingestion de l’eau pendant les baignades, l’inhalation pendant les douches, les activités d’irrigation, la consommation des fruits de mer ou des produits dulçaquicoles contaminés.

DEUXIEME PARTIE : ANALYSES QUALITATIVE ET QUANTITATIVE DES ALGUES DES CHAMBRES DU RESEAU D’ADDUCTION D’EAU BRUTE ET IDENTIFICATION DES BARRIERES NATURELLES POUR L’AMELIORATION DE LA QUALITE DE L’EAU POTABLE

Introduction

L’office National de l’eau et de l’Assainissement (ONEA) a été créé le 22 juillet 1985 comme établissement public de l’Etat à caractère industriel et commercial (EPIC). Il sera transformé le 2 novembre 1994 en Société d’Etat. Ses attributions sont entre autres : La création, la gestion, la protection des réservoirs de captage et d’adduction d’eau potable, le traitement et la distribution de l’eau potable pour les besoins des populations.

C’est dans le cadre de la mise en œuvre de l’application de la politique des ressources en eau potable que le projet Ziga a été créé pour ravitailler la ville de Ouagadougou en eau potable.

Ce lac de barrage comme tous les lacs à ciel ouvert exploités par l’ONEA, connaît un fort taux d’occupation des sols (Figure 1) et est confronté surtout au problème de blooom algal (photographie 4) des réservoirs d’eau à multi-usage. La même source d’eau est utilisée pour le traitement d’eau potable, les cultures maraîchères et l’abreuvage des animaux. Comme souligné plus haut, ce multiple usage conduit rapidement ces plans d’eau à l’eutrophisation (photographie 4). On constate alors, des concentrations importantes de plusieurs genres d’algues (photographie 3) se formant dans les différents compartiments ou chambres du continuum du réseau d’adduction d’eau brute (Neya et al., 2017). Cependant ces algues sont souvent nuisibles à la qualité de l’eau, à la santé humaine et à l’écosystème aquatique (Carmichael 2001 ; Milot et al., 2000 ; Mills et al., 1998 ; Kenneth et Lowell, 1970 ).

Au regard de ces risques sanitaires causés par la présence des algues et leurs toxines dans l’eau, des recommandations ont été émises pour la surveillance de l’eau de boisson et celle utilisée à des fins de loisir (OMS, 1998, 2000, 2003, 2004 ; Chorus et al., 1999). Ces recommandations se rapportent à la qualité de l’eau, et, essentiellement aux concentrations des cellules algales des Cyanophyta, contenues dans l’eau brute et à celles des trihalométhanes (THM) dans l’eau potable. Pour les concentrations des cellules algales, des valeurs de 200 cellules/ml sont requises pour un seuil de vigilance à maintenir et des alertes 1, 2 et 3 sont données successivement pour des concentrations de 2000 cellules, de 20 000 et de 100 000 cellules.

Pour permettre une eau de boisson potable sans risque majeur, des valeurs guides ont été recommandées par l’OMS (2000) pour les quatre substances formant les THM. Elles sont de 200 µg/l pour le chloroforme (CHCL3), 100 µg/l, pour le bromoforme (CHBr3), 60 µg/l

44 pour le bromodichlorométhane (CHBrCL2), et 100 µg/l pour le dibromochlorométhane

(CHCLBr2).

Cependant la surveillance des algues dans les eaux à usage multiple comme la zone de captage de Ziga, s’avère complexe et souvent mal comprise car les étapes du continuum traversées par l’eau brute fonctionnent différemment. En effet, les chambres peuvent contenir des concentrations différentes les unes des autres et une diversification d’espèces d’algues dont le tropisme est propre à chaque compartiment du continuum.

A cet effet, et en vue d’une prévention précoce de toxines, de goûts, d’odeurs et de THM dans l’eau potable, nous proposons dans ce présent travail, une méthode de surveillance qui consiste à suivre la diversification et la concentration des algues dans chaque chambre du continuum d’eau brute. Cette surveillance permet d’une part, de traiter l’eau en fonction de la composition réelle de l’eau brute qui arrive dans les stations de traitement et d’autre part, d’identifier continuellement les barrières naturelles propices à l’amélioration de la qualité de l’eau traitée.

L’exploitation du barrage de Ziga comme source d’eau permet de traiter 12000 m3 /h et ravitaille la ville de Ouagadougou à plus de 70%. Le réseau d’adduction d’eau comprend : une conduite d’eau brute et une conduite d’eau potable. Entre les deux conduites se trouve la station de traitement d’eau potable.

Le continuum d’eau brute a été retenu pour la surveillance de l’émergence des algues. Il comprend, comme indique la figure 2, six chambres dont, deux prises d’eau (P2 et P3) installées à la source du captage pour le refoulement d’eau brute, une conduite de 1000 mm de diamètre d’amenée d’eau brute à la station, une chambre (P5) de suivi de la qualité de l’eau brute et une zone de cascade d’eau ou d’aération (P6) située à quelques centimètres des décanteurs. Chaque chambre du continuum a été initiée et installée pour optimiser la qualité de l’eau potable..

Figure 2 : Schéma synoptique du continuum d’adduction d’eau brute de Ziga : OP1, fond du barrage (chambre P1) ; OP2, première prise d’eau (chambre P2); OP3, deuxième prise d’eau (chambre P3); OP4, surface de l’eau (chambre P4); OP5, robinet de suivi d’eau brute (chambre P5); OP6, cascades d’aération (chambre P6)

Photographie 3: Impact du périphyton sur le beton et le fer de la chambre P6 après trois semaines sans nettoyage. (Source : Neya, 2017)

Photographie 4 : Efflorescence algale dans le lac de barrage de Ziga. (Source : Neya, 2017)

3.1. Matériel et méthodes

3.1.1. Caractérisation et rôle des points d’échantillonnage biologique

Pour évaluer le développement des algues dans chaque chambre du continuum, six points (figure 2) ont été retenus. Chaque point représente une étape, appelée chambre de stationnement d’eau brute du réseau d’adduction d’eau brute, jusqu’au point d’injection des produits chimiques. Comme rappelé ci-dessus, cette démarche est capitale car elle doit permettre de se rendre compte de la diversification et du développement algal dans chaque chambre du continuum toutes les deux semaines et ce durant les vingt-quatre mois de l’échantillonnage. Elle permet également de rechercher statistiquement les périodes de faibles concentrations d’algues polluantes pour optimiser les prises d’eau de la zone de captage. Cette stratégie a pour but d’améliorer la qualité de l’eau potable en minimisant l’utilisation optimum des produits chimiques dans la chaîne de traitement qui ne sont pas sans risque sur la santé humaine (Mills et al., 1998 ; OMS, 1998).

Pour ce faire, 288 échantillons ont été prélevés de Janvier 2014 à Décembre 2016 dans les six points du continuum. L’échantillonnage est effectué deux fois par mois (le 15 et le 30 de chaque mois) et ce sur l’ensemble des points. Les prélèvements sont effectués le même jour entre 10 heures et 11 heures, partie de la journée correspondant à un bon développement de la photosynthèse.

Parmi les six points (Figure 2) fixés pour l’échantillonnage, quatre points ont été installés dans les quatre chambres fixes du continuum (P2, P3, P5 et P6) et deux points (P1 et P4) appelés points libres sont installés l’un (P4) à la surface du plan d’eau et l’autre (P1) sur le sédiment. Ces points prolongent ainsi les étapes (chambres) du continuum d’eau brute depuis le fond (sédiment) du lac de barrage jusqu’à la station de traitement.

Une caractérisation et une définition du rôle des points des chambres fixes du continuum (P2, P3, P5, P6) est faite comme suit :

Les chambres fixes du continuum (prises d’eau brute, cascades, zone de contrôle d’eau brute) sont des infrastructures immobiles, construites et protégées. Alors que les chambres libres du continuum sont des zones mobiles non protégées.

Les points des chambres du continuum ont été installés pour suivre tous les quinze jours l’évolution des algues dans chaque chambre. Les quinze jours correspondent à la durée

49 maximale de développement de certaines algues jusqu’à la lyse cellulaire dans un milieu confiné (Neya et al., 2017). Ce suivi pas à pas par chambre du continuum permet de détecter au plutôt, les stades de développement, la diversification et la concentration des algues par chambre. Les points de prélèvement d’échantillon des chambres ci-dessous définies sont caractérisés par les paramètres suivants :

 Le point P2 : il représente la première chambre de prélèvement d’eau et caractérisé par une profondeur variable en fonction des saisons (saisons pluvieuse et saison sèche) et des facteurs physico chimiques et biologiques variables. Il est construit à trois mètres au-dessus du point P3 ;  Le point P3 : il représente la deuxième prise d’eau. il est aussi caractérisé par des facteurs physico chimiques et biologiques particuliers. Il est important de souligner que les prises P2 et P3 peuvent alimenter simultanément ou indépendamment en eau brute les points P5 et P6 d’où l’analyse séparée des deux points ;  Le point p5 : il reçoit l’eau brute conduite par P2 ou P3 ou les deux à la fois. Il est aussi nécessaire de l’isoler et d’étudier le comportement algal au niveau de ce point où l’eau parcourt 2,5 km dans une conduite de 1000 mm sous une pression de 10 bars;  Le point P6 : la particularité de ce point est qu’il constitue une chambre à ciel ouvert où l’eau est en contact avec les composants atmosphériques (dioxygène, diazote, dioxyde de carbone etc.). Dans cette chambre à ciel ouvert, l’eau coule en cascades et est continuellement renouvelée et aérée. Il semble alors exposé à un bon développement de la vie aquatique.  Les points libres du continuum sont des points qui n’appartiennent à aucune chambre. Ils sont fixés l’un sur le sédiment et l’autre à la surface de l’eau. Ils vont servir à comparer le développement des algues en zones euphotique et sédimentaire avec les points fixes du continuum. On distingue deux points :  Le point P1 : il a été installé sur le sédiment et en dessous des points P2, P3 et P4. La profondeur du point est de 10 mètres en moyenne par rapport à la surface de l’eau en période de crue. Il est caractérisé par une insuffisance de la lumière du soleil. L’analyse des échantillons de ce point permet de connaître la différence de concentration et de diversification algale entre ce point et les autres points. Elle permet également de s’informer sur une éventuelle migration verticale des algues du sédiment vers les points P2, P3 et P4. Cette surveillance a pour principal objectif l’utilisation des vidanges de fond du barrage pour évacuer à l’aval de la retenue les algues du sédiment, en cas de risque pour la qualité de l’eau.

 Le point P4 : ce point a été installé à 20 cm de la lame d’eau en dessous des points P3, P2 et P1. Il est également situé dans la zone qui reçoit un éclairage optimum du soleil, c’est-à-dire dans la zone euphotique. La position de ce point permet de recenser les informations relatives à la diversification et à la concentration algale et une possible répartition verticale des genres recensés vers les autres points. A termes, l’objectif affiché aux points libres (P1 et P4) est de vérifier s’il existe une interdépendance entre les populations algales des points du continuum. A cet effet, il est important d’établir les relations de diversification et de concentration algales entre les points P1, P2, P3 et P4 installés dans la zone de captage et les points P5 et P6 du continuum, basés à la station de traitement. Il est noté que l’eau captée par P2 et P3 parcourt 2,5 km avec une pression de 10 bars dans une conduite de 1000 mm de diamètre pour alimenter les chambres P5 et P6 après avoir traversé plusieurs barrières. Cette condition peut-elle influencer la distribution spatiale et la concentration des algues dans les chambres? La méthode utilisée pour le traitement des données permettra de répondre à ces questions qui posent la problématique des multiples barrières physiques installées pour l’amélioration de la qualité de l’eau.

Un litre d’échantillon d’eau est prélevé par point d’échantillonnage tous les quinze jours et conservé à 5% de formaldéhyde pour analyses quantitative et qualitative des algues en vue du suivi de la qualité de l’eau brute du réseau d’adduction. Les prélèvements ont concerné la période de Janvier 2014 à Décembre 2016. Chaque litre d’échantillon est filtré sur un filet à plancton de 25 µm vide de maille. Le filtrat est conservé dans un liquide composé de 5,41 ml de formaldéhyde et 34, 59 ml d’eau (formule A). Soit un total de 40 ml concentrés à 5% de formaldéhyde. Le calcul de concentration a été réalisé selon la formule usuelle suivante :

퐶푓×푉푓 (A) V푖 = 퐶푖  Vi : volume initial  푉푓: 푣표푙푢푚푒 푓푖푛푎푙  퐶푓: 푐표푛푐푒푛푡푟푎푡푖표푛 푓푖푛푎푙푒  퐶푖: 푐표푛푐푒푛푡푟푎푡푖표푛 푖푛푖푡푖푎푙푒

1 µl après homogénéisation est ensuite prélevé de la solution (filtrat). Le filtrat est ensuite déposé sur une cellule de Malassez de 1µ l (0,001ml) de volume reparti sur cent rectangles. Chaque rectangle contient un volume de 0,01 µl. Le comptage des algues est

51 effectué sur chaque rectangle contenant au moins une cellule jusqu’à couvrir les cent rectangles de la cellule de Mallassez, d’où la formule de calcul sur la concentration algale suivante :

푛푐푎∗푣푐 (푚푙) (B) 퐶 = ( ) ∗ 푓/1000 푣푡푚(푚푙)  C : concentration cellulaire en nombre de cellules d’algues par millilitre (ml) ;  푛푐푎 : nombre de cellules algales compté dans les 100 rectangles ;  푣푐: 푣표푙푢푚푒 푑푒 푐표푛푐푒푟푣푎푡푖표푛 푑푒푠 푎푙푔푢푒푠 (40푚푙)  푣푡푚: 푣표푙푢푚푒 푑푒푠 100 푟푒푐푡푎푛푔푙푒푠 (0,001푚푙) 푑푒 푙푎 푐푒푙푙푢푙푒 푑푒 푀푎푙푎푠푠푒푧  푓: 푓푎푐푡푒푢푟 푑푒 푑푖푙푢푡푖표푛  1000 : facteur de conversion de la concentration de litre en millilitre.

Il est noté que le comptage est fait après que la lame de Malassez est montée sur un microscope optique droit Primo Star à écran muni de camera, permettant le traitement direct des résultats du microscope à l’ordinateur.

3.2. Résultats

Les résultats obtenus tiennent compte des concentrations de cellules algales allant de 20 000 à 100 000 cellules par millilitre proposées par Chorus et al. (1999) en cas de dominance de la population algale par des Cyanophyta. Pour la fiabilité des résultats, nous traitons séparément les données de chaque chambre en utilisant les mêmes outils afin de permettre une comparaison, la moins déformée possible entre les résultats. Les figures F3, F5, F7, F9, F11 et F13 ont été traitées avec le tableur Excel pour mettre en relief dans le même tableau les mois, les genres d’algue et les concentrations. Ce même tableur a été utilisé pour l’expression des résultats des facteurs physico chimiques. Les figures 15, 16 et le tableau 2 ont fait l’objet d’expression des analyses en composantes principales des résultats à travers le logiciel STATISTICA (version 7.1). Le traitement des points sont effectués sur la base d’une liaison probable entre eux. Ainsi, les points des chambres fixes P2, P3, P5 et P6 sont analysés suivis des points libres P4 et P1 situés successivement dans la zone euphotique et dans la zone sédimentaire.

3.2.1. Résultats des analyses des chambres fixes : P2, P3, P5 et P6

3.2.1.1. La chambre P2 (Prise de refoulement d’eau N°1).

L’analyse qualitative a permis d’identifier dans cette chambre, dix genres d’algues différents (Figure 3) appartenant à quatre embranchements comprenant les Chlorophyta (Rhizoclonium, Sphaerocystis, Sphaeroplea), les Chromophyta (Nitzschia, Synedra, Eunotia, Melosira et Navicula), les Cyanophyta (Microcystis) et les Pyrrophyta (Peridinium). Parmi ces genres d’algues recensés on rencontre les algues productrices de toxines dans l’eau; les algues productrices d’odeurs et de goûts dans l’eau (Synedra melosira et Microcystis) et les algues colmatrices des filtres des stations de traitement comme : Synedra, Navicula, Melosira et Peridinium. L’analyse quantitative (figure 3) a révélé que la concentration en termes de cellules algales par millilitre dans cette chambre, varie de 592 à 5 387 200 cellules et ce en fonction des mois et du genre d’algues. Les fortes teneurs moyennes sont enregistrées chez le genre microcystis et sont identifiées ci-après : Juin (5 387 200), Septembre (3 078 400), octobre (1 998 000), Août (1 154 400), Novembre (769 600) et Juillet (695 600). On a par ailleurs enregistré au mois de Janvier une concentration de 651 200 cellules de Sphaeroplea et 22 200 cellules de Sphaerocystis. Ces deux derniers genres d’algues ne sont pas pour le moment, identifiés comme une menace au niveau de la qualité de l’eau, mais en bloom algal participent à la turbidité et augmentent le coût de traitement de l’eau. Quant aux facteurs physico chimiques (Figure 4) on a observé que durant les vingt- quatre mois, l’oxygène dissous a évolué de 7,61 en Janvier à 8,51 mg/l en Décembre. La température a connu une évolution de 23, 3° C en Décembre, atteint un pic de 28,7 en Juillet et redescend à 21,68 en Octobre. Le pH a évolué de 7,16 en Novembre à 8,41 en Mai. La conductivité a connu une oscillation de 57,6 en Mars, suivi d’un pic de 89,87 en août et redescend à 60,43 µS/cm en Décembre.

6 000 000 5 387 200 3 078 400 5 000 000 1 998 000 1 154 400 4 000 000 769 600 3 000 000 90 280 651 200 695 600 2 000 000 888 888 1 184 1 480 1 184 6 216 592 12 728 1 000 000 592 22 200 5 032 13 024 - IND IND Eunotia spEunotia spEunotia Navicula sp Nitzschia sp Nitzschia Synedra ulna Synedra acus Microcystis sp Microcystis sp Microcystis sp Microcystis sp Microcystis sp Microcystis sp Microcystis Rhizoclonium sp Rhizoclonium Sphaerocystis sp Sphaerocystis Melosira granulata Melosira granulata Peridinium cinctumPeridinium Sphaeroplea annuliraSphaeroplea Janvier FévrMarsAvril Mai Juin Juil Août Sept Oct Novembre Déc

Figure 3 : Concentration (ml) des cellules algales dans la chambre P2 en fonction des mois

160 140 89,87 120 67,39 100 60,43 57,6 80 60 7,61 8,52 40 8,51 7,76 8,41 7,16 8,2 20 28,7 23,3 24,8 21,67 0 Mai Juin Avril Août Mars Juillet Février Janvier Octobre Décembre Novembre Septembre MOIS

T°c PH O2 (mg/l) Conductivité (µs/cm2)

Figure 4 : Evolution des paramètres physico chimiques de l’eau dans la chambre P2 en fonction des mois

3.2.1.2. La chambre P3 (Prise de refoulement d’eau N°2)

Le point P3 est la deuxième prise d’alimentation du réseau d’adduction d’eau brute de la station. L’analyse qualitative au microscope optique a permis de recenser huit genres d’algues (Figure 5) répartis en trois embranchements à savoir : l’embranchement des

Cyanophyta (Microcystis), de Chromophyta (Melosira, Eunotia, Synedra, Navicula, Nitzschia et Cyclotella), de Pyrrophyta (Peridinium) et des genres non identifiés.

Parmi les huit genres d’algues recensés on rencontre les algues productrices de toxines (Microcystis), les algues productrices d’odeurs et de goûts dans l’eau (Melosira, Synedra, et Microcystis, Cyclotella) et les algues colmatrices des filtres des stations de traitement (Melosira, Synedra, Navicula et Cyclotella).

Quant à L’analyse quantitative des algues (Figure 5), elle révèle que la concentration varie de 150 à 1 746 400 cellules/ml par mois et par genre d’algues. Les fortes concentrations sont les Microcystis dont la réparation est la suivante : novembre (1 746 400), janvier (1 539 200), septembre (1 332 000), février (1 110 000), avril (843 600), juillet (532 800), mars (518 000), juin (236 800) et octobre (59 200).

Les courbes (figure 6 ) des facteurs physico chimiques indiquent une variation de la conductivité avec un minima en août de 50,75 et un maximum de 90, 50 au mois de mai.

La température a varié entre 19,52 en Janvier à 28,85 en mai et 22,4 en décembre.

L’oxygène dissous a enregistré des variations de 8,25 en janvier, 6,09 en avril pour remonter à 7,88 mg/l en Décembre. Le pH a évolué de 8,78 en Janvier à 7,2 en mars pour croître à 8,39 en décembre.

2 000 000 1 539 200 1 420 800 1 110 000 1 746 400 1 800 000 1 600 000 1 332 000 1 400 000 1 200 000 1 000 000 518 000 843 600 532 800 800 000 296 5 032 296 118 400 600 000 12 432 3 256 236 800 5 920 888 1 480 296 150 59 200 400 000 1 480 1 184 888 2 368 592 200 000 592 296 13 320 150 296 592 5 920 2 664 888 888 150 - NI NI IND IND IND IND IND IND IND IND IND Eunotia spEunotia spEunotia spEunotia spEunotia spEunotia spEunotia Eunotia spEunotia Nitzschia sp Nitzschia sp Nitzschia Cyclotella spCyclotella Synedra ulna Synedra acus Peridinium sp Peridinium Microcystis sp Microcystis sp Microcystis sp Microcystis sp Microcystis sp Microcystis sp Microcystis sp Microcystis sp Microcystis sp Microcystis Melosira granulat Melosira granulata Melosira granulata Navicula sp (diatomée) Navicula sp Janvier Février Mars Avril Mai Juin Juillet Aot Sept Octobre Novembre Déc Figure 5 : Concentration (ml) des cellules algales de P3 en fonction des mois

100 90 90,5 80 70 63,6 60 61,3 50 50,75 40 30 28,85 20 22,4 19,52 7,2 10 8,78 8,39 8,25 6,09 7,88 0 Mai Juin Avril Août Mars Juillet Février Janvier Octobre Décembre Novembre Septembre MOIS

T°c PH O2 (mg/l) Conductivité (µs/cm2)

Figure 6 : Evolution des paramètres physico chimiques de P3 en fonction des mois

3.2.1.3. La chambre P5 ou chambre de contrôle de la qualité d’eau brute

Après l’analyse qualitative, nous avons recensé quatre genres d’algues appartenant à quatre embranchements tels : les Cyanophyta (Microcystis), les Chromophyta (Nitzschia), les Chlorophyta (Mougeotia) et les Pyrrophyta (Peridinium). L’impact de ces algues dans la qualité de l’eau se révèle comme suit : les algues productrices de toxines, un genre (Microcystis), les algues productrices de goûts et d’odeurs, deux genres (Microcystis, Cyclotella) et les algues colmatrices des filtres, deux genres (Peridinium, Cyclotella). L’analyse quantitative révèle que la concentration (figure 7) en termes de cellules par millilitre varie entre 296 et 836 200 et ce par mois et par genre. Les fortes concentrations ont concerné le genre Microcystis et ont été enregistrées en novembre, décembre, janvier, septembre, juillet et juin avec les concentrations successives de 836 200 ; 680 800, 355 200, 185 000, 162 000 et 148 000 cellules/ml. Quant aux valeurs physico chimiques (Figure 8), on constate pour la conductivité, une minéralisation de 64,06 en janvier, suivie d’un pic de 86,4 en juin, puis la valeur chute à 42,25 en août pour croître à nouveau en décembre à 60,9 µS/cm. L’oxygène dissous a évolué de 8,4 mg/l en janvier à 5,81 en avril et croît à 8,07 en décembre. Le pH a évolué de 8,03 en janvier à 8,6 en mars, pour atteindre les 7,4 en septembre et 7,79 en décembre. La température à évolué de 21,12 en janvier à 29,6 °C en avril pour décroître à 22, 8 °C en décembre.

900 000 836 200 800 000 680 800 700 000 600 000 500 000 355 200 400 000 148 000 185 000 300 000 888 162 800 59 200 5 624 200 000 118 400 100 000 592 - - 296 296 296 - 14 800 888 5 032 2 368 - NI NI NI NI NI NI NI Nitzschia Peridinium sp Peridinium Mougeotia sp Mougeotia sp Mougeotia Microcystis sp Microcystis Microcystis aeruginosa Microcystis aeruginosa Microcystis aeruginosa Microcystis aeruginosa Microcystis aeruginosa Microcystis aeruginosa Microcystis Janvier Févr MarsAvril Mai Juin Juillet Août Sept Octobre Novembre Décembre

Figure 7 : Concentration (ml) des cellules algales de P5 en fonction des mois

140 86,4

120

100 64,06 60,9

42,25 80

60 5,… 8,07 40 8,4 8,6 7,24 8,03 7,79 29,6 20 21,12 22,8

T°c PH O2 (mg/l) Conductivité (µs/cm)

Figure 8 : Evolution des paramètres physico chimiques de P5 en fonction des mois

3.2.1.4. La chambre P6 ou cascades d’aération d’eau brute

L’analyse qualitative des échantillons des cascades (Figure 9) a permis d’identifier dix genres d’algues repartis en quatre embranchements suivants : les Cyanophyta (Microcystis), les Chromophyta (Eunotia, Melosira, Cymbella, Tribonema et Synedra), les Pyrrophyta (Peridinium) et les Chlorophyta (Mougeotia, Cosmarium et Volvox).

Les genres rencontrés dans cette chambre et ayant un impact négatif sur la qualité de l’eau sont essentiellement les algues productrices de toxines, un genre (Microcystis), les algues responsables des odeurs et des goûts, trois genres (Microcystis, Melosira, Cosmarium et Synedra) et les genres colmateurs de filtres, trois genres (Melosira, Synedra et peridinium). Une particularité constatée dans cette chambre et incompatible à la qualité de l’eau est la présence des œufs d’helminthes.

L’analyse quantitative indique que la concentration algale varie par mois et par genre de 296 à 2 308 800 cellules/ml. Les plus fortes concentrations en termes de cellules par millilitre sont observées chez les genres et les mois suivants : Volvox en septembre (2 308 800), Microcystis en janvier (2 160 800), Cosmarium en avril (1 346 800), Cosmarium en septembre (1 089 280), Microcystis en décembre (1 095 200), Peridinium en avril (1 040 440), Microcystis en mai (976 800), Microcystis en août (976 800), Microcystis en septembre (563 880), Cosmarium en juillet (562 400), Cosmarium en mars (384 800), Microcystis en juin (162 800), Cosmarium en octobre (112 480), Cosmarium en novembre (112 480), Microcystis en juillet (37 000), Microcystis en février (37 000). Par ailleurs, les œufs d’helminthes identifiés en avril et en juillet sont des œufs d’ascaris avec une concentration de 296 œufs/ml.

La figure 10 indique que durant les vingt-quatre mois, la conductivité a évolué de 64,5 µS/cm en janvier, atteignant un pic de 90,78 au mois de juin puis chute à 43,13 en juillet pour remonter à 61, 1 µS/cm en décembre. L’oxygène dissous selon la figure 10, a évolué de 6,42 en juillet à 8,42 mg/l en janvier. Le pH a évolué de 7,48 en août pour atteindre un pic de 8,23 en février Quant à la température, elle a évolué de 20,74 °C en janvier, atteint un pic de 29,9 en mars avant de redescendre à 22,8 en décembre.

2 500 000 1 346 800 2 308 800 2 160 800 1 040 440 976 800 2 000 000 8 584 384 800 1 089 280 112 480 1 500 000 37 000 5 624 563 880 7 104 1 095 200 976 800 562 400 2 072 112 480 1 000 000 1 480 888 2 072 1 776 3 256 1 480 162 800 2 368 296 2 664 296 500 000 42 328 888 3 256 592 1 776 296 296 7 992 37 000 296 8 584 7 104 - IND IND IND Volvox sp Volvox Eunotia sp Synedra acus Synedra Peridinium Peridinium sp Microcystis sp Microcystis sp Microcystis sp Microcystis sp Microcystis sp Microcystis sp Microcystis sp Microcystis Œufs d'helminthes Œufs Melosira granulata Melosira Cymbella ventricosa Cymbella Cosmarium punctulatum Cosmarium punctulatum Cosmarium punctulatum Cosmarium punctulatum Cosmarium Janv FévrMars Avril MaiJuin Juillet Août Sept Oct Nov Déc

Figure 9 : Concentration (ml) des cellules algales de P6 en fonction des mois

160 140 90,78 120 100 64,5 61,1 80 43,13 60 8,03 40 8,42 6,42 8,16 8,23 7,48 8,16 20 20,74 29,9 22,8 0 Mai Juin Avril Août Mars Juillet Février Janvier Octobre Décembre Novembre T°c PH O2 (mg/l) Conductivité (µS/cm)Septembre MOIS Figure 10 : Evolution des paramètres physico chimiques de P6 en fonction des mois

3.2.2. Résultats des analyses des points libres du continuum (P1 et P4)

3.2.2.1. Analyse de la chambre P1 ou point du sédiment

Le point P1 est installé au fond du barrage sur le dépôt sédimentaire verticalement au- dessus des points P2, P3 et P4. Cette position permet d’effectuer un lien de similitudes des populations algales entre P1 et les points suscités.

A cet effet, une analyse qualitative effectuée a permis d’identifier quatorze genres appartenant à quatre embranchements qui sont : les Cyanophyta (Microcystis), les Chlorophyta (Pinnularia, Sphaeroplea, Ulothrix et Eudorina), les Chromophyta (Eunotia, Melosira, Nitzschia, Navicula, Synedra, Cymbella, Tribonema, Diatoma), les Pyrrophyta (Peridinium) et des indéterminés.

Dans cette chambre, on a identifié un genre producteur de toxines (Microcystis), trois genres responsables de goûts et odeurs (Melosira, Synedra et Microcystis) et cinq genres colmateurs des filtres (Peridinium, Melosira, Navicula, Synedra et Diatoma).

Quant à L’analyse quantitative (figure 11), elle indique que la concentration varie de 296 à 3 922 000 cellules/ml.

Les plus fortes concentrations (en cellules par millilitre) ont été recensées dans les mois suivants : février, Micrcystis (3 922 000) ; novembre, Microcystis (3 048 800) ; septembre, Microcystis (1 619 120) ; avril, Microcystis (1 509 600) ; janvier, Microcystis, (1 480 000) ; mai, Nitzschia (962 000) ; juillet, Microcystis (740 000) ; octobre, Microcytis (592 000) ; décembre, Microcystis (355 200) ; février, Sphaeroplea (296 000) ; janvier, Sphaeroplea (236 800) ; juin, microcystis (236 800) et décembre, Melosira (29 6 00).

Les facteurs physico chimiques (Figure 12) précisent l’évolution des paramètres suivants : la conductivité atteint un pic de 110,5 µS/cm en mai puis chute à 54,6 en août et remonte progressivement jusqu’à la valeur 69.7 µS/cm en décembre puis à 72,38 en janvier.

L’oxygène dissous (O2) commence en janvier avec une valeur de 9,4 mg/l, chute à 3,13 en avril et remonte progressivement à 8,61 µS/cm en décembre.

Le pH commence en janvier à 9,6, chute à 7,15 en avril pour remonter à 8,84 en décembre.

La température commence en janvier à 20,1 °C, chute à 20,03 en octobre et remonte à 22,4 en décembre.

4 500 000 3 922 000 4 000 000 1 480 000 1 509 600 1 480 592 3 500 000 3 048 800 1 509 600 962 000 3 000 000 44 400 1 036 000 236 800 1 619 120 355 200 2 500 000 740 000 296 000 1 184 3 848 2 000 000 1 480 296 14 800 4 736 592 000 3 552 888 5 032 592 29 600 1 500 000 888 6 808 236 800 2 072 888 592 1 480 7 992296 1 184 1 000 000 592 888 2 368 592 888 1 480 8 2881 184 500 000 5 920 592 1 776 - 592 296 2 072 888 - 1 184 - NI NI NI NI Eunotia spEunotia spEunotia spEunotia spEunotia Navicula sp Nitzschia sp Nitzschia sp Nitzschia Tribonema sp Tribonema Microcystis sp Microcystis sp Microcystis sp Microcystis sp Microcystis sp Microcystis sp Microcystis sp Microcystis Melosira granulata Melosira granulata Melosira granulata Navicula annulatae Cymbella ventricosaCymbella Sphaeroplea annulina Sphaeroplea annulina Sphaeroplea Janvier Février Mars Avril Mai Juin Juil AoûtSept Oct Nov Déc Figure 11 : Concentration (ml) des cellules algales de P1 en fonction des mois

180 160 140 110,5 120 100 72,38 69,7 54,6 80 60 40 9,4 3,13 8,61 9,6 7,15 8,54 20 20,1 22,4 20,03 0 Mai Juin Avril Août Mars Juillet Février Janvier Octobre Décembre Novembre T°c PH O2 (mg/l) Conductivité (µs/cm2)Septembre MOIS Figure 12 : Evolution des paramètres physico chimiques de P1 en fonction des mois

3.2.2.2. La chambre P4

En rappel, le point P4 est située à 20 cm à la surface de l’eau communément appelée zone euphotique. Elle est placée perpendiculairement aux points P3, P2 et P1. Ce type de positionnement permet un prélèvement par stratification qui tienne compte du changement réel des facteurs physico chimiques et biologiques dans un écosystème donné.

Au microscope photonique l’analyse qualitative des algues a permis d’identifier huit genres issus de quatre embranchements tels : les Chlorophyta (Sphaeroplea, Sphaerocystis) ; les Cyanophyta (Microcystis) ; les Chromophyta (Nitzschia, Eunotia, Melosira, Synedra) et les Pyrrophyta (Peridinium). Parmi ces genres, on a identifié, un genre producteur de toxines (Microcystis), trois genres producteurs de goûts et d’odeurs (Melosira, Synedra et Microcystis) et trois genres colmateurs des filtres des stations (Melosira, Synedra et Peridinium).

L’analyse quantitative a révélé que les concentrations dans cette chambre varient de 592 à 1 998 000 cellules par millilitre.

Les plus fortes concentrations (figure 13) ont été enregistrées selon les mois et les genres suivants : novembre, Microcystis (1 998 000) ; février, Microcystis (1 243 200) ; mai, Microcystis (1 188 144) ; decembre, Microcystis (888 000) ; avril, Microcystis, (843 600) ; mai, Nitzschia (710 400) ; juillet, Microcystis (651 200) ; juin, Microcystis (592 000) ; février Sphaeroplea (592 000) ; septembre, Microcystis (488 400) ; mars, Microcystis (444 000) ; août, Microcystis (355 200) ; janvier, Microcystis (296 000) et octobre Microcystis (74 000).

Quant aux facteurs physico chimiques (figure 14), ils ont évolué en moyenne durant les vingt-quatre mois de la façon suivante : La conductivité était de 66,9 en janvier, atteint un pic à 93,83 en mai puis chute à 42,9 µS/cm en août et remonte à 61 µS/cm en décembre.

L’oxygène dissous (o2) a varié de 8,62 en janvier, chute à 6,5 mg/l en juillet et remonte pour atteindre la valeur de 8,55 mg/l en décembre. La température a oscillé entre 21,93 en mars à 29,5°C en mai.

Quant au pH, il a fluctué de 8,02 en janvier, chute à 7,14 en septembre et remonte à 8,99 en décembre.

2 500 000 1 998 000

1 243 200 2 000 000 1 188 144

1 500 000 843 600 592 000 592 000 651 200 1 000 000 444 000 488 400 888 000 710 400 296 000 355 200 74 000 500 000 9 768 2 072 1 184 13 320 592 888 5 032 888 888 - Nitzschia Eunotia spEunotia spEunotia Synedra ulna Peridinium sp Peridinium sp Peridinium Microcystis sp Microcystis sp Microcystis sp Microcystis sp Microcystis sp Microcystis sp Microcystis sp Microcystis sp Microcystis sp Microcystis sp Microcystis sp Microcystis sp Microcystis Sphaerocystis sp Sphaerocystis Melosira granulata Melosira granulata Peridinium cinctumPeridinium Sphaeroplea annuliraSphaeroplea Janvier Février MarsAvr Mai Juin Juil Août Sept Octobre Novembre Décembre

Figure 13 : Concentration (ml) des cellules algales de P4 en fonction des mois

100 93,83 90 80 70 60 66,9 61 50 40 42,9 29,5 30 24,8 21,93 22,7 20 6,5 8,62 8,55 10 0 8,02 7,14 8,99 Mai Juin Avril Août Mars Juillet Février Janvier Octobre Décembre Novembre Septembre MOIS

T°c PH O2 (mg/l) Conductivité (µs/cm2)

Figure 14 : Evolution des paramètres physico chimiques de P4 en fonction des mois

3.2.3. Diversification et concentration des cellules algales par chambre du continuum

La synthèse des figures F3, F5, F7, F9, F11, et F13 a permis de recenser 19 genres d’algues et des œufs d’helminthes dans les six chambres du continuum.

Parmi ce nombre, on a identifié un genre producteur de toxines (microcystis), quatre genres responsables des goûts et d’odeurs (Synedra, Melosira et Microcystis, Cyclotella et Cosmarium), six genres colmateurs des filtres (Navicula, Synedra, Melosira, Peridinium, Diatoma, Cyclotella) et douze genres (Pinnularia, Sphaeroplea, Ulothrix, Eudorina, Eunotia, Nitzschia, Cymbella Tribonema, Rhizoclonium, Mougeotia et Sphaerocystis) dont leur impact dans l’eau n’a pas encore été clarifié.

Quant à la concentration cellulaire, le genre Microcystis de P2 prend la première place avec une concentration de 5 387 200 cellules/ ml, suivi du même genre dans la chambre P1 avec une concentration de 3 922 000 cellules /ml.

Le tableau 1 basé sur la synthèse des figures ci-dessus citées, présente les sept genres d’algues de plus grandes concentrations reparties sur l’ensemble des six chambres d’adduction d’eau brute de la station de Ziga. Il s’agit des genres: Microcystis, Sphaeroplea, Volvox, Cosmarium, Peridinium, Nitzschia et Sphaerocystis.

Parmi les genres identifiés, Microcystis (genre producteur de toxines, de goûts et d’odeurs) est le genre commun à toutes les chambres avec une concentration supérieure aux autres genres.

Le tableau 1 montre également des chambres dépourvues d’algues durant les vingt-quatre mois de suivi. Il s’agit de la chambre P2 dépourvue d’algues pendant les mois de février, mars, avril, mai et décembre ; la chambre P3 exempte d’algues durant les périodes de mois de mai, août et décembre ; la chambre P5 dépourvue d’algues pour les mois de février, mars, avril, mai, août et octobre. Le même constat a été effectué durant les vingt-quatre mois pour la chambre P1 au mois d’août. Ce tableau, comme rappelé précédemment, résume en effet, l’ampleur des concentrations des algues nuisibles à la qualité de l’eau, présentes dans chaque chambre et les périodes de concentrations mineures susceptibles d’être exploitées pour l’amélioration de la qualité de l’eau.

Ces périodes sans charge algale constituent les barrières naturelles de chaque station de traitement dont la connaissance est indispensable pour l’amélioration de la qualité de l’eau potable depourvue d’odeurs, de goûts et de toxines. Elle permet également de prévoir les périodes d’ensemencement des agents de contrôle biologique dans les réservoirs de captage d’eau brute dont le rôle est d’augmenter les barrières naturelles par la prédation des bioagresseurs de la qualité de l’eau.

Tableau 1 : Carte de risques ou Grille de choix des prises d’eau par mois et par chambre du continuum en fonction de la concentration algale (à partir de 20 000cellules/ml) A : absence d’algue ; A/P2 : absence d’algue, utilisation de la prise P2; A/P3, absence d’algue, utilisation de la prise P3 ; A/P2 et A/P3: absence d’algue, utilisation possible des deux prises (P2 et P3), UA: utilisation de la prise après avoir effectué une analyse de

la microcystine LR.

Points Janvier Février Mars Avril Mai Juin Juillet Août Septembre Octobre Novembre Décembre de suivi P1 Microcystis Micrcystis Microcystis Nitzschia Microcystis Microcystis Microcystis Microcytis Microcystis Microcystis (1 480 000) (3 922 000) (1 509 600) (962 000) (236 800) (740 000) (1 619 120) (592 000) (3 048 800) (355 200) Sphaeroplea Sphaeroplea (236 800) (296 000) P2 Sphaeroplea A/P2 et P3 A/P2 A/P2 A/P2 et P3 Microcystis Microcystis Microcystis Microcystis Microcystis Microcystis A/P2 et A/P3 (651600) (5 387 200) (695 600) (1 154 400) (3 078 400) (1 998 000) (769 600) Sphaerocystis (22 200) P3 Microcystis Microcystis Microcystis Microcystis A/P2 et P3 Microcystis Microcystis A/P3 Microcystis Microcystis Microcystis A/P2 et A/ P3 (1 539 200) (1 110 000) (518000) (843 600) (236800) (532 800) (1 332 000) (59 200) (1 746 400) UA

P4 Microcystis Microcystis Microcystis Microcystis Microcystis Microcystis Microcystis Microcystis Microcystis Microcystis Microcystis Microcystis (296 000) (1 998 000) (444 000) (843 600) (1 998 000) (592 000) (651 200) (355 200) (488 400) (74 000) (1 998 000) (888 000) Nitzschia Sphaeroplea (710 400) (592 000) P5 Microcystis A A A A Microcystis Microcystis A Microcystis A Microcystis Microcystis (355200) (148 000) (162 800) (185 000) (836 200) (680 800) P6 Microcystis Microcystis Cosmarium Cosmarium Microcystis Microcystis Cosmarium Microcystis Cosmarium Cosmarium Cosmarium Microcystis (2 160 800) (37 000) (384 800) (1 346 800) (976 800) (162 800) (562 400) (976 800) (1 089 280) (112 480) (112 480) (1 095 200) Peridinium Microcystis Microcystis (1040 440) (37 000) (563 880) Volvox (2 308 800)

3.2.4. Situation de la qualité de l’eau par chambre du continuum du lac du barrage de Ziga

La figure 15 donne une situation exhaustive de la qualité de l’eau par chambre du continuum.

Les algues productrices de goûts et d’odeurs se retrouvent dans toutes les chambres et occupent la première place dans la chambre P2 avec un taux de 30,63 %, suivie de la chambre P3 avec un taux de 20, 56%. De même, les algues productrices de toxines sont présentes dans toutes les chambres avec un fort taux de 34,84% dans la chambre P2 et 21, 59 % dans la chambre P1. Les algues colmatrices des filtres sont également dans toutes les chambres avec un taux très élevé de 90,25 % dans la chambre P6 et un taux de 3,32 % dans la chambre P1. La chambre P6 a la particularité de contenir des œufs d’helminthes en l’occurrence les œufs d’ascaris à un taux de 100 %. La chambre P5 représente le faible taux d’algues nuisibles de l’ensemble du trajet d’eau brute du continuum : 1,60 % pour les algues colmatrices des filtres, 7,96 % pour les algues productrices de goûts et d’odeurs et 5,44 % pour les algues productrices de toxines. Ce traitement statistique vient confirmer les résultats de la chambre P5 du tableau 1, qui indique que cette chambre est dépourvue de charges algales durant la moitié de l’année. D’une manière générale, la figure 15 indique qu’on retrouve dans toutes les chambres du continuum d’eau brute du barrage de Ziga, comme partout à ailleurs, dans les eaux de surface, des algues de divers genres avec des proportions de concentrations variables contribuant à la détérioration de la qualité de l’eau. Elle résume également la fréquence de chaque genre d’algue nuisible par chambre du continuum.

120,00

100 100,00 90,25

80,00

60,00

34,84 40,00 30,63

21,59 15,87 20,56 10,85 14,06 12,07 14,13 12,00 20,00 7,96 3,32 2,60 5,44 - 2,23 1,60 - P1 P2 P3 P4 P5 P6

Algues productrices de toxines algues productrices d'odeurs et goûts Algues colmatrices de filtres Œuf d'helminthe

Figure 15 : Concentration moyenne (ml) de cellules algales par chambre du continuum, contribuant à la dégradation de la qualité de l’eau brute du barrage de Ziga

3.2.5. Résultats en analyse des composantes principales (ACP) de l’effet des algues par chambre du continuum et de leurs relations intraspécifiques et interspécifiques.

Suite à l’analyse qualitative des algues dans les six points du continuum, il ressort que la chambre P1 représente la plus grande colonie d’algues, suivie des chambres P6, P2, P3 et P4. La chambre P5 représente la plus faible population algale.

Quant à l’analyse quantitative, P2 enregistre la plus forte concentration suivie de P1, P6, P4 et P3. La plus faible concentration est enregistrée à la chambre P5 (Figure 15).

La figure 16 est une analyse en composante principale (ACP) du taux d'algues par chambre du continuum participant à la dégradation de la qualité de l'eau de la station de traitement de Ziga.

La qualité de la représentation est bonne car les deux premières valeurs propres totalisent 97,85 % de la variance totale.

Le premier facteur (fact 1) porte 63,10 % de l’information et le deuxième facteur (fact2 ) porte 34,75 % de l’information.

La position des points sur la figure 16 explicite statistiquement les chiffres de la figure 15 en indiquant par ordre, les chambres les plus polluantes aux chambres les moins polluantes. En effet, l’interprétation en ACP de la figure 16, indique que les chambres (P5, P4, P3, P1) situées au-dessus du facteur 1 sont les chambres les moins polluantes et les chambres (P6 et P2) situées en-dessous du facteur 1 sont les chambres les plus polluantes. Partant du plus polluant au moins polluant, La chambre P6 vient en tête, suivie des chambres P2, P1, P3, P4 et P5.

L’ACP de la figure 17 explique l’ampleur des algues polluantes dans le continuum. Tous les genres d’algues se trouvant à la lisière du cercle indiquent qu’ils sont tous des genres nuisibles à la qualité de l’eau y compris les œufs d’helminthes.

On constate par ailleurs sur la figure 17 une opposition entre deux groupes. Le groupe des algues productrices de goûts, de toxines et d’odeurs d’une part, et d’autre part, le groupe des algues colmatrices de filtres et des œufs d’helminthes

L’ACP du tableau 2 précise le degré de relation entre les différents groupes d’algues. La corrélation entre les algues productrices de toxines et les algues productrices de goûts et d’odeurs est de 0.903606. Ce même tableau présente un coefficient de corrélation positive de 0.999515 entre les œufs d’helminthes et les algues colmatrices de filtres.

Figure 16 : Analyse des chambres du continuum par répartition du taux de concentration d’algues (à partir de 20 000 cellules /ml) ayant un impact sur la dégradation de la qualité de l’eau

Figure 17 : Analyse par ACP du positionnement des œufs d’helminthes et des trois groupes d’algues productrices de toxines, de goûts, d’odeurs et colmatrices de filtres

Tableau 2 : Analyse en ACP des coefficients de corrélation entre les groupes d’algues détériorant la qualité de l’eau

3.3. Discussion

La répartition de groupes de pollueurs (figure 17) renseigne un partage commun d’habitat à l’intérieur d’une même chambre. En effet, les algues se regroupent par communauté en fonction du type d’habitat qu’elles occupent. Dans le cas présent, le premier groupe appartiendrait au phytoplancton qui est une communauté d’algues qui flotte et qui nage dans l’eau au gré du vent. Le groupe composé des genres d’algues colmateurs de filtre relèverait des algues dites épipéliques car le substrat sur lequel elles vivent est constitué de la vase ou du sable. Elles appartiennent alors à la communauté des algues du périphyton qui vit, attaché à des substrats (vase, sable, pierre etc..). Ce dernier groupe d’algues partage comme habitat, la vase des eaux des cascades avec les œufs d’helminthes. Cette connaissance de la repartition des algues dans les écosystèmes aquatiques permet de mieux identifier les agents de lutte biologique (filtreur, brouteur et fouilleurs de vase).

Quant au regroupement de ces algues en fonction de leurs impacts sur la qualité de l’eau, la figure 15 nous a permis d’identifier les chambres du continuum qui pourraient participer à la dégradation de la qualité de l’eau potable.

En effet la chambre P6 occupe la plus grande pollution avec les quatre groupes pollueurs du barrage en l’occurrence les œufs d’helminthes, les algues productrices de goûts et d’odeurs, les algues productrices de toxines et les algues colmatrices de filtres.

La chambre P2 est la seconde chambre qui enregistre les algues dégradant la qualité de l’eau, suivie des chambres P1, P3 et P4. Les figures 7, 15 et 16 indiquent également que la chambre P5 est la chambre la moins polluante du continuum. Elle totalise les plus faibles concentrations de groupe dégradant la qualité de l’eau.

Selon Neya et al., (2017), l’abondance de présence des groupes d’algues détériorant la qualité de l’eau dans le lac de Ziga, est due en grande partie aux actions anthropiques menées en général dans le bassin versant et en particulier dans la zone de servitude du lac du barrage de Ziga.

La surveillance par chambre du continuum a par ailleurs, permis de détecter des périodes (Tableau 1) sans charges algales et d’établir une grille de prélèvement d’eau de bonne qualité par prise. Cette grille ou carte de risques, a pour avantage, la prévention du relargage des goûts, d’odeurs et de toxines dans l’eau potable mais aussi la connaissance périodique des concentrations algales. Elle indique les périodes à risque (concentration algale supérieure aux normes de l’OMS, 1999) et les périodes favorables de prises d’eau sans risque.

En effet, le tableau 1, relatif aux concentrations algales a permis de détecter au niveau des prises d’eau (chambres P2 et P3) des périodes sans colonisation algale susceptible de détériorer la qualité de l’eau distribuée. Ces périodes dépourvues d’algues, observées durant les vingt-quatre mois d’échantillonnage, peuvent être utilisées pour ravitailler la station de traitement en eau brute sans risque. Cette opération d’optimisation de prises a pour avantages : fournir de l’eau dépourvue de goûts, d’odeurs, de toxines de THM et des œufs d’helminthes, car il n’y aura pas de lyse cellulaire susceptible de causer la libération des éléments nuisibles (Perrson, 1983). Elle permet d’utiliser moins de produits chimiques pour la coagulation la floculation et la sédimentation. Ce tableau est également en adéquation avec les recommandations faites par Chorus et al., (1999), à l’OMS, relatives aux normes de distribution d’eau potable en cas de présence majoritaire de Cyanophyta dans la population algale présente dans l’eau brute.

L’interprétation du tableau 1 offre quatre possibilités de prise d’eau brute de bonne qualité pour alimenter la station de traitement de Ziga. La prise d’eau de la chambre P2 peut alimenter la station durant les mois de février, mars, avril, mai et décembre car pendant ces périodes aucune charge algale n’a été détectée dans les échantillons.

La chambre P3 est dépourvue d’algues pour les mois de mai, août et décembre. Ces périodes sont sans risque car dépourvues d’algues et aucune lyse cellulaire n’est possible en vue de libérer des goûts, d’odeurs et de toxines pour détériorer la qualité de l’eau. Le mois d’octobre de la chambre P3 a une charge algale moyenne de 59 200 cellules/ml. Elle peut être utilisée durant tout ce mois pour le ravitaillement de la station à condition d’effectuer des analyses de recherche de microcystine pour sécuriser la qualité de l’eau, car la concentration de la chambre est située à l’alerte niveau 2 des travaux de Chorus et al., (1999), et le genre d’algues est composé uniquement de Microcystis appartenant à l’embranchement des Cyanophyta.

Les mêmes scenarii indiquent que les deux prises P2 et P3, peuvent alimenter de façon simultanée en eau brute la station pendant les mois de mai et décembre car ces périodes sont dépourvues de concentration algale dans les deux chambres.

La chambre P6 est celle dont les concentrations algales sont très élevées et composées majoritairement de Cyanophyta. Elle regorge également des œufs d’helminthes que les autres chambres ne contiennent pas. Elle est aussi la dernière chambre avant l’injection des produits chimiques notamment le chlore.

À cet égard, les lyses cellulaires provoquées par les produits de désinfection en l’occurrence le chlore peuvent libérer des toxines et des flaveurs dans l’eau potable. La possibilité de libérer également des THM ou des acides acétiques halogénés (AHA) en fonction de la matière organique qu’elle héberge n’est pas négligeable. Cependant ces sous- produits de la chloration à des doses importantes sont incompatibles à la santé animale (OMS 2000; Boorman, 1999; Mills et al., 1998) voire à la santé humaine (King, 2001; Levallois, 1997 ; Dodds et King, 2001).

Au regard de ces risques, la surveillance de cette chambre doit être continue. A défaut d’une surveillance soutenue de celle-ci, il serait souhaitable de reléguer au second plan les objectifs pour lesquels elle a été créée (oxydation naturelle des métaux) en bipassant la quantité d’eau qui la traverse.

A travers les résultats croisés de la chambre P6 avec les autres chambres, il est prétentieux de croire à la continuité d’une même population algale à surveiller depuis la zone de captage et tout au long du réseau d’adduction d’eau comme pratiquée en majorité dans les stations de traitement d’eau potable. La surveillance par chambre du continuum d’eau brute montre que le développement algal d’une chambre du continuum peut se faire indépendamment de la population algale issue du réservoir de captage. Ces cas atypiques peuvent rapidement dégrader la qualité de l’eau potable et exposer les consommateurs en cas ou la fiabilité du suivi du réseau est uniquement basée sur les barrières mécaniques conventionnelles (les analyses de l’eau du captage et de ses environs et la surveillance de la zone de servitude). Le cas de la présence du genre Volvox et de sa forte concentration dans la chambre P6 du continuum en est un exemple illustratif. Ce genre est totalement absent dans les chambres P1, P2, P3 et P4. Il n’est rencontré uniquement que dans la chambre P6 en forte concentration. On a également constaté que des genres d’algues comme Mougeotia, Cosmarium et des œufs d’helminthes étaient présents dans la chambre P6 mais absents dans les cinq autres chambres. Ce développement spécifique dans cette chambre peut s’expliquer par le contact air- eau. En effet, la P6 étant à ciel ouvert, il existe un échange entre sa surface

76 et les éléments naturels de l’air, favorisant ainsi le développement d’un micro- écosystème différent de celui de la zone du réservoir de captage et des autres chambres.

Cette analyse des résultats mettant en relief l’émergence et la diversification des genres algaux par chambre, montre l’impérieuse nécessité d’effectuer une surveillance continu dans le continuum d’un réseau d’adduction d’eau potable malgré les barrières multiples installées tout au long de celui-ci.

Les corrélations obtenues par l’ACP du tableau viennent préciser l’étroit rapport entre les groupes d’individus dans un biotope, auquel il faut absolument tenir compte dans un système de surveillance car les chambres du continuum n’ont pas le même substrat et les êtres qui y vivent, peuvent ou non partager des niches écologiques ou des habitats différents.

Le tableau 1 est un exemple d’illustration de la diversification et de différentes concentrations algales par chambre. Ce tableau renseigne uniquement les genres d’algues dont la concentration est supérieure à 20 000 cellules/ml, c’est-à-dire susceptible de dégrader la qualité de l’eau potable. Il s’agit des concentrations situées sur l’alerte N°2 des recommandations émises par Chorus et al ; (1999) au compte de l’OMS et basées sur une population à dominance de Cyanophyta.

Comme l’indiquent la figure 17 et le tableau 2, la connaissance du niveau trophique, de l’habitat et les rapports de partage de ces niveaux entre les bioagresseurs de la qualité de l’eau, permettent de recruter au sein des écosystèmes des agents de contrôle biologiques (brouteurs, filtreurs, foueurs de sédiment ou de la pellicule de rivage etc,) ciblés sur chaque ou plusieurs bioagresseurs en fonction de leur position (pelagiques, sédimendaires, rivages etc,) dans l’écosystème.

Certains genres d’algues (Nitzschia, Sphaerocystis, Eunotia, Sphaeroplea, Tribonema) ne produisent pas de toxines ni d’odeur ni de goût et ne colmatent pas de filtres. Mais la littérature nous renseigne qu’une efflorescence algale (étant de la matière organique) de ces algues, favorise la turbidité de l’eau, augmente la demande en produits chimiques et surtout réagit toujours avec le chlore pour donner naissance à des THM qui sont connus nuisibles pour la santé des êtres vivants (Boorman, 1999; Mills 1998). Ces algues en décomposition produisent du sulfure d’hydrogène qui est corrosif (photographie 3) pour les ouvrages de captage et de conduite d’eau (Henry, 1947).

Le suivi des facteurs physico chimiques (F4, F6, F8, F10, F12 et F14) du lac de barrage indique une adéquation entre les teneurs enrégistrées et les recommandations émises par plusiers auteurs (OMS, 2006 ; Ghazali et Zaid, 2013 ; Rodier, 2009) relatives au traitement de l’eau.

En effet, la moyenne du pH durant les 24 mois du la lac de barrage a varié entre 7,1 à 8,23. Ces résultats sont en édéquation avec ceux de Ghazali et Zaid, (2013). Selon ces auteurs, le pH des eaux natruelles se situerait entre 6 et 8,5 (ibid).

La température joue un rôle important dans la dissociation des sels dissous, la détermination du pH et dans la solubilité des gaz dissous (Ghazali et Zaid, 2013) et par conséquent dans le processus du traitement de l’eau. Les récommandations émises pour une température adéquate pour le traitement de l’eau doit être inférieure à 25°C (https://www.lenntech.fr/applications/potables/norms/normes-oms-potable.htm). La variation de la température de l’eau du lac de barrage de Ziga a oscillé entre 19,5 à 29,9 °C. Cette température est favorable au traitement de l’eau au regard des recommandations cidessus citées.

Le dioxyde dissous (O2 ) est indispensable pour la vie aquatique et participe à la qualité de l’eau traitée. Une teneur en oxygène supérieure à 10 mg/l présente des difficultés pour le traitement de l’eau. la valeur requise est entre 3 à 8 mg/l O2 (Rodier, 2009). La moyenne de la teneur en oxygène dissous pour les 24 mois du lac de barrage de Ziga a oscillé entre 3,13 à 9, 4 mg/l O 2. Cette valeur corrobore les travaux de Rodier 2009.

La conductivité est la capacité de l’eau à conduire le courant électrique. Elle traduit également la capacité de minéralisation d’une ressource en eau (Djermakoye, 2005). Elle permet de ce fait, la surveillance de l’évolution des retenues d’eau dans le temps. La mesure de la conductivité de l’eau brute de Ziga a oscillé entre 42,25 et 110 µS/cm. Ces deux valeurs traduisent une minéralisation très faible du lac de barrage de Ziga. Cette valeur corrobore les travaux de Rodier (2009) qui situent une minéralisation faible d’une solution aqueuse entre 0 et 100µS/cm. Au regard des résultats de ce paramètre, on peut dire que la minéralisation du lac du barrage de Ziga n’entrave pas le processus de traitement de l’eau.

Conclusion

Le suivi des chambres du continuum a permis de déceler que les facteurs physico chimiques du barrage de Ziga durant les vingt-quatre mois n’ont pas évolué négativement par rapport aux normes d’exploitation de l’eau potable. Cependant, Il a permis de constater qu’il y a une différence importante de concentration de cellules algales par chambre et une diversification de genres d’algues. Durant le suivi, il a surtout été constaté des mois de l’année sans charge algale (barrières naturelles) permettant une utilisation sans risque des prises de refoulement d’eau. Il a été également constaté des périodes où les deux prises de refoulement d’eau brute peuvent être utilisées de façon simultanée sans risque d’apport d’algues dans la station de traitement.

Le résultat innovant de cette surveillance est la connaissance continue de la carte de risque de refoulement d’eau brute dans la station (périodes sans charges et périodes avec charges algales), la maîtrise de la gestion des concentrations algales (connaissance par quinzaine des charges algales toute l’année), la prévention à travers le tableau 1 de la qualité de l’eau traitée contre les toxines, les goûts, les odeurs, les THM et les œufs d’helminthes, le choix des agents de contrôle biologiques contre les bioagresseurs de la qualité de l’eau en fonction de leur habitat et surtout l’augmentation des barrières naturelles en diminuant la biomasse algale à travers l’introduction des poissons planctonophages. En effet, ce travail aura le mérite de détecter le plus tôt possible les différents types d’algues et leur concentration dans chaque étape du continuum. Ceci permet une prise en charge précoce des efflorescences algales et minimisera le relargage des métabolites algaux dans l’eau potable.

Il permet également de proposer durant toute l’année les prises à utiliser pour capter l’eau de bonne qualité, qui sans nul doute aura un effet positif sur le coût de traitement et améliorera la qualité de l’eau au bénéfice des consommateurs. En somme, les risques endogènes et exogènes sont connus et permanemment suivis. Cette méthode de surveillance par chambre du continuum d’eau brute, fait de ce travail un élément nouveau dans la gestion des algues des eaux de surface à multi usage. Elle permet également de connaître le partage des niveaux trophiques et des habitats des bioagresseurs de la qualité de l’eau. Cette connaissance du milieu, permet d’effectuer un bon choix des agents de lutte biologique qui contribuera sans nul doute à l’équilibre des écosystèmes des lacs exploités à des fins d’eau potable.

TROISIEME PARTIE : BARRIERES BIOLOGIQUES A TRAVERS LES REGIMES PLANCTONOPHAGES DE OREOCHROMIS NILOTICUS ET DE SAROTHERODON GALILAEUS

CHAPITRE I : REGIME PLANCTONOPHAGE DE OREOCHROMIS NILOTICUS

Introduction

Comme soulignée à l’introduction générale, la qualité de l’eau de boisson dépend de plusieurs facteurs parmi lesquels les plus importants sont de nature biologique. Les mêmes retenues d’eau sont utilisées pour l’abreuvage des animaux, le maraîchage et l’adduction d’eau potable. Le lac de barrage de Ziga qui a été utilisé pour nos travaux n’échappe pas à cette règle. Cette pratique engendre un développement important d’algues détériorant la qualité de l’eau avec des conséquences sur la santé humaine et animale. En effet, les travaux de certains auteurs ( Perrson, 1983 ; Duy et al., 2000 ; Carmichael, 2001 ; Leitão et Couté, 2005 ; Carmichael, 1994 ; Lambert et al., 1994; Sivonen et Jones, 1999; Codd et al., 1999 ; Chorus et al., 2000 ; Namikoshi et al. 2003; Su et al., 2004; Brient et al., 2001 ; Carmichael, 1994; Codd et al., 1997; Sivonen et al., 1999 ; Duy et al., 2000) ont montré l’effet des conséquences de l’eutrophisation sur certains organes humains à travers la production de diverses toxines par les algues. Les hépatotoxines affectant le foie, les neurotoxines inhibant le système nerveux et les dermatotoxines qui affectent la peau (Carmichael, 1994; Codd et al., 1997; Sivonen et al., 1999, Duy et al., 2000).

Les travaux de Bisson et Gaudreau (1992) ; Morris et al., (1992) ; Mills et al., (1998); OMS, (1998); Tremblay, (1999); Milot et al., (2000); OMS, (2003 et 2004), indiquent que le chlore utilisé pour la désinfection de l’eau en contact avec la matière organique donne des sous produits (SPD) de la chloration tels les trihalométhanes (THM) et les acides acétiques halogénés (AHA) incompatibles à la santé humaine.

Pour réduire les différents risques exposés suite à l’utilisation des produits chimiques, nous avons conduit des travaux sur le régime alimentaire de Oreochromis niloticus en vue de son introduction comme un maillon de barrière biologiue dans la chaîne de traitement d’eau potable.

Ces études ont concerné le régime de l’espèce en fonction des périodes (saison d’abondante de proies et saison de disettes des proies) en vue de s’assurer qu’elle est planctonophage qu’elle que soit l’abondance ou la rareté de l’aliment. Elles ont également concerné le stade de développement de l’espèce ( juvenile et adulte) en vue de s’assurer que l’espèce ne change pas de proies préférentielles et secondaires au cours de son évolution.

La connaissance de tous ces éléments permettra sans nul doute d’infirmer ou de confirmer la qualification de l’espèce comme agent de contrôle biologique. Car un agent de contrôle biologique doit maintenir ses proies préférentielles ou sécondaires toute sa vie (régime ontogénétique).

En effet, la finalité de ce travail est la vérification de la consommation par O. niloticus des algues nuisibles à la qualité de l’eau potable en vue de son utilisation comme barrière biologique en amont de la chaîne de traitement de l’eau à usage de boisson. Pour ce faire il est important de dresser une liste des algues nuisibles décrites par la littérature. Il est ensuite indispensable de vérifier que les algues décrites par la littérature sont présentes dans la liste de celles retrouvées dans le barrage de Ziga. Aussi, est-il important de souligner qu’un maillon de la chaîne alimentaire ne peut être utilisé comme agent de lutte biologique que lorsqu’il répond aux critères suivants : son aptitude à la prédation de la proie ciblée en toute saison (saison sèche et saison pluvieuse) ; sa capacité à consommer sa proie qu’elle que soit sa taille (juvénile, adulte, voire toute sa vie) et surtout son large spectre d’actions sur les proies ciblées.

4.1. Matériel et méthodes

4.1.1. Echantillonnage biologique

L’échantillonnage consiste à la récolte des poissons à différents endroits tout au long du barrage (figure 18). Parallèlement des échantillons d’eau sont prélevés au point de pose des filets de capture pour des analyses quantitative et qualitative des algues du barrage en vue de faire une comparaison entre les algues consommées et celles existant dans le plan d’eau du barrage.

Les poissons ont été capturés de février 2014 à janvier 2015 avec des filets maillants monofilaments de mailles nœud à nœud de 10 mm et de 30 mm de vide. La pose de filets est effectuée le soir entre 18 heures et 18 heures 30 minutes. Ils sont relevés le lendemain matin à

7 heures puis à 12 heures. La récolte s’est faite avec des pêcheurs professionnels dans 11 points : P0, P1, P2, P3, P4, P5, P6, P7, P8, P9 et P10 comme l’indique la figure 18. Elle est effectuée deux fois dans le mois à savoir le début et la fin de chaque mois en vue de prendre en compte d’éventuels changements (période d’homogénéité du barrage) dans chaque point choisi. Au total 437 poissons ont été capturés. Le poisson récolté est soigneusement disséqué pour prélever le continuum estomac- intestin (figure 19). L’ensemble est conservé dans un bocal contenant 5% de solution de formaldéhyde dont le contenu est analysé par la suite au laboratoire.

Ainsi, au laboratoire, les intestins sont essorés, déroulés puis mesurés au millimètre près et pesés avec une balance (RADWAG) de sensibilité de 0,0001 g. La longueur standard du poisson et la longueur de chaque intestin sont soigneusement notées en vue de calculer le coefficient intestinal d’Oreochromis nilotus qui permettra d’indiquer sa base alimentaire spécifique (Paugy, 1994).

Une analyse quantitative et qualitative du régime, axée sur la prédation des algues a été faite à l’aide de la cellule de Malassez associée à un mocroscope optique Primo Star.

Parallèlement cette analyse s’est étendue à l’examen des œufs d’ascaris rencontrés dans les contenus stomacaux et intestinaux d’O. nilotica. Cet intérêt aux œufs d’ascaris procède de leur fréquence constatée lors des travaux dans le continuum examiné, de leur résistance aux traitements chimiques et surtout de leur nuisance avérée à l’organime humain à travers l’eau potable. La présence de ces œufs dans le barrage proviendrait certainement des déjections d’animaux contaminés qui viennent s’y abreuver.

Nous avons utilisé la cellule de Malassez, montée sur un microscope optique Primo Star à caméra incorporé pour effectuer les analyses quantitative et qualitative des items. La cellule d’analyse comporte 100 rectangles comprenant un volume total de 1 µl.

Pour un échantillon donné, le comptage des proies (nombre de cellules d’algues) a été effectué sur l’ensemble des 100 rectangles.

Pour conduire à bien cette opération, nous avons recherché dans les contenus stomacaux et intestinaux d’O. niloticus les genres d’algues responsables du colmatage des filtres des stations de traitement et les genres d’algues productrices de toxines, de goûts et des odeurs dans l’eau potable tout en prenant en compte dans les calculs l’ensemble de la flore algale consommée. La méthode utilisée prend également en compte le coefficient intestinal

des 437 poissons capturés en vue de situer la gilde trophique de l’espèce en se basant sur les données de la littérature(Paugy, 1994).

Pour la caractérisation du régime alimentaire et le niveau trophique du poisson, nous avons utilisé les indices ci-dessous. Ces indices tiennent compte des proportions relatives des proies en termes de nombre, de poids, de volume ou de fréquence d’apparition dans les organes étudiés.

(1) Indice de Fréquence ou Fréquences relatives (F) Le nombre d’estomacs ni, contenant une catégorie de proie est compté et exprimé en pourcentage du nombre total NT d’estomacs contenant au moins une proie (Hyslop, 1980). 푁푖 퐹% 푖푡푒푚푖 = × 100 ; 퐹% 푖푡푒푚푖 est la fréquence de l’itemi, Ni est le nombre 푁푇 d’estomacs contenant l’item i et NT est le nombre d’estomacs contenant au moins une proie. (2) Indice d’abondance numérique (Ni) Le nombre total d’individus de la catégorie d’aliment i (proies) dans tous les estomacs

(ni) est noté et exprimé en pourcentage du nombre total d’individus (NT) de toutes les 푛푖 catégories de proie (Hyslop, 1980). 푁푖 = × 100. 푁푇 (3) Indice d’abondance pondérale (Pi) C’est la composition en pourcentage du poids du régime alimentaire. Selon Hyslop, 푝푖 1980 ; Paugy et Lévêque, 1999, Pi est déterminé selon la formule suivante : 푃푖 = × 100 ou 푃푡 pi est la masse d’une proie i et Pt la masse totale des proies. (4) Indice d’abondance spécifique (Si) Cet indice estime la proportion de chaque proie uniquement pour les estomacs où elle a été rencontrée (Amundsen et al., 1996). On peut le calculer sur la base du nombre, du volume, ou du poids. Si désigne l’abondance spécifique de la proie i, ai indique son abondance totale (poids, volume ou en nombre) et ati l’abondance totale (poids, volume ou nombre) de toutes les proies rencontrées seulement dans l’ensemble des estomacs contenant la proie i. Dans la présente étude les calculs ont été faits sur la base du poids et ce selon la formule ci-après : 푎푖 푆푖 = × 100. 푎푡푖

(5) Coefficient de vacuité (Cv): il représente le pourcentage d’estomacs vides en 푁푣 rapport avec le nombre total d’estomacs examinés. 퐶푣 = × 100 avec Nv le nombre 푁푡

d’estomacs vides et Nt le nombre total d’estomacs examinés. Il exprimerait la variation des prises du régime alimentaire pendant les périodes d’abondance ou d’insuffisance de proies en fonction des saisons. (6) Coefficient intestinal (CI) : Paugy (1994) et ce, sur la base du coefficient intestinal, a effectué une classification des niveaux trophiques des poissons à partir de leur coefficient intestinal par l’expression 퐿푖 suivante : Ci= avec Li longueur de l’intestin et Ls la longueur standard du poisson 퐿푠 (7) Aliment principal ou main Food Item (MFI)

Zander 1982, caractérise le régime alimentaire en combinant trois indices à savoir l’indice d’abondance pondérale (Pi), l’indice numérique (Ni) et la fréquence relative (Fi). Ce regroupement des proies en fonction de leur valeur indicielle permet de les classer par ordre d’importance de prise de proies. C’est-à-dire les proies préférentielles, secondaires et

(퐹푖+푁푖) accessoires. Ce regroupement a justifié la formule suivante : MFIi= √푃푖 2

(8) Rocecchi et Nouaze 1987, expriment le MFI en pourcentage (MFI%). Selon les auteurs, cette échelle de classement permet une bonne répartition des proies dans les différentes catégories, lorsque celles-ci sont nombreuses et d’abondances voisines. Pour mieux séparer les proies préférentielles des autres telles que les proies secondaires et accessoires, les valeurs de MFI% pour une espèce donnée, sont rangées en ordre décroissant. Partant de la proie de rang 1, on additionne les indices de chacune des proies de manière à obtenir 50% ou plus de l’indice total. Ces proies sont appelées des proies préférentielles (proies dont l’absence dans le milieu nuit au développement du prédateur (Berg, 1979). On continue à ajouter le pourcentage des proies dans l’ordre jusqu’à l’obtention d’un indice au moins égal à 75% de l’indice total. Ces proies sont appelées des proies secondaires. Les dernières proies de la liste sont considérées comme accessoires. La formule proposée par les auteurs est alors la suivante : 푴푭푰풊 (9) MFIi% = 풏 × ퟏퟎퟎ. ∑풊=ퟏ 푴푭푰풊

OCCUPATION DES TERRES AUTOUR DU LAC DE BARRAGE DE ZIGA 1 0 700 000 710 000 720 000 4 0 Sabouri-Nakoara 1 0 # 0 0 Tampanga 0

1 0 N BURKINA FASO T4 amasgo 0

1 # # Sabouri-Natenga # Nioniopalogo # Bagabin# Noung#ou # # Ouitenga-Poecin

# # Tiendpalogo Bissiga-Mossi # # Taonsgo Bis#siga-Peulh # Dayagretenga # TengsobaKiéma Silmiougou # Lemnogo Gondogo Tandaaga

# Tansablogo # P8 # # Tambizinsé # Barkoudouba # # # Gandogo # 1 Ko0 mnogo Batenga 4

0 0

0 # 0 0 # 0 0 # Tampaongo 0 4 Sonpélcé 0

1 # # Ba# rkoundouba Mossi # # Danaogo P10 Betta # Absouya # P7 # Nabdoghin # # # P9 Siny Na#bitenga # Boulba # # Basbedo # Gounghin Tabin # Moanéga # # # Boalin # Nakamtenga 1 Nakamtenga 2 # P6 # Ipala # Sawana Ziniaré-Secteur 1 # Koulgandogo-Peulh # Bendogo # Moyargo

0 3

S0 oulogo # 9 0 P5 # 0 0 # Ouagatenga # Nioniogo 0 9 Ziga 0

3 0

1 Tamissi # Moutti # # P4 LEGENDE # Tamanéga # Matté # # Youtenga Mockin # # Village riverain Yarghin # P3 # Laongo-Taoré Point d'echantillonnage Laongo-Yanga # Nahoutinga # # # Satté # Gondogo P2 # P1 # Nahartenga # # # P0 Koratinga Nagréongo 1 0 Boudtenga-Peulh 3

0 # 8

Boudte0 nga Kolokom 0

0 0

8 0

3 0

1 700 000 710 000 720 000 7000 0 7000 Meters

Figure 18 : Points de capture de Oreochromis niloticus et de récolte d’échantillons d’algues

4.1.2 Algues nuisibles à la qualité de l’eau

Selon Proulx et al. (2010), les genres d’algues reconnus qui produisent des goûts et des odeurs dans l’eau sont: Synedra, Pseudanabaena, Mirocystis, Phonnidium, Lyngbya, Hyella (Cyanophyta) ; Synura, Dinobryon, Cylindricum (Chrysophytes) ; Aulacosiera granulata, Melosira (Chromophyta); Scenedesmus, Chlorella (Chlorophyta). Il existe d’autres algues qui colmatent les filtres des stations occasionnant d’énormes pertes aux traiteurs d’eau potable. Ce sont : Closterium, Chlorella (Clorophytes); Oscillatoria (Cyanophytes); Peridinium, Ceratium (Pyrrophytes) ; Euglena (Euglenophytes) ; Synedra, Navicula, Melosira granulata, Melosira varians, Diatoma, Cyclotella (Chromophytes).

Certains genres d’algues produisent des toxines incompatibles à la santé humaine et animale (Van der Westhuizen et Eloff,1983;Sivonen, 1990; Blomqvist et al., 1994; Carmichael, 1997 ; Caraco et Miller, 1997; Devlin et al., 1977; Chorus et Bartram, 1999 ; Sivonen et Jones, 1999;Duy, et al., 2000; Brient et al., 2001; Chevalier et al., 2001 ; Grzebyk et Sechet, 2001 ; Ito et al., 2002 ; Su et al., 2004 ; Charbonnier, 2006 ; Lobner et al., 2007 ; Van Coillie et Van Coillie, 2010; Pattanaik et al., 2010.). Ce sont: Microcystis, Snowella, Woronichinia, Pseudanabaena, Aphanizomenon, Cylindrospermum, Nostoc, Lyngbya, Oscillatoria, Phormidium et Planktothrix.

4.1.3. Traitement statistique appliqué

A l’effet d’identifier les genres d’algues nuisibles consommés par O. niloticus, des analyses en composantes principales (ACP) sont utilisées pour faire apparaitre les différences ou les similitudes du régime alimentaire entre les différentes périodes de capture (saison sèche et saison pluvieuse) et les différentes classes auxquelles appartiennent les poissons capturés. Il s’agit des classes dont les tailles sont comprises entre : 92 Ls ≤ 110 푚푚 푒푡 150 ≤ 퐿푠 ≤ 200 푚푚. Dans notre étude la plus petite taille capturée a été de 92 mm et la plus grande taille était de 200 mm. Les valeurs indicielles utilisées dans l’ACP sont les valeurs de l’abondance numérique calculées précédemment. La régression linéaire a été utilisée pour apprécier les corrélations existantes entre la longueur standard d’O. niloticus et la longueur de son intestin (figure 20). Elle a été également utilisée pour la mise en relief des relations du régime alimentaire en fonction de la taille (figure 25) et en fonction des saisons de capture (figure 26).

4.2. Résultats

4.2.1. Organes du tube digestif analysés

Les segments du tube digestif qui ont permis l’étude du régime planctonophage d’O. niloticus ont été l’estomac et l’intestin. Ces deux organes du tube digestif font parties des éléments essentiels du transite des proies. Ils ont pour rôle respectif, l’absorption et la digestion des éléments ingérés. L’intestin d’O. niloticus est long et son estomac peu développé, est en forme de sacs comme l’indique la figure 19.

Le coefficient intestinal (Ci) qui est le rapport entre la longueur de l’intestin (Li) et la longueur standard (Ls) de chacun des 437 O. niloticus analysés, varie entre 4,76 et 9,94. La régression linéaire (figure 20) réalisée entre Li et Ls sur un sous échantillon composé de 43 O.niloticus a permis d’obtenir l’équation de droite y= 10,84 x – 244,15 avec un coefficient de corrélation r=0,88.

Figure 19 : Estomac et intestin de Oreochromis niloticus (es= estomacs et in = intestin)

Figure 20 : Corrélation entre la longueur de l’intestin de Oreochromis niloticus et sa longueur standard

4.2.2. Analyse du régime planctonophage d’Oreochromis niloticus

Le tableau 3 ci-dessous, présente les résultats des différentes algues consommées ainsi que les traitements de données effectués à partir des indices simples (Fi, Ni, Pi, Si) et des indices mixtes (MFIi% et de MFLi% cumulé). Ces résultats indiquent que 41 genres d’algues d’embranchements différents ont été identifiés dans les intestins et estomacs d’O.niloticus. Parallèlement il a été rencontré dans les 428 estomacs pleins examinés une importante biomasse d’œufs d’ascaris. La figure 21 montre une grande diversité d’algues rencontrées dans les estomacs analysés. Les Chlorophyta représentent 20 genres (48,8%), les Chromophyta 12 genres (29,3%), les Cyanophyta 6 genres (14,6%), les Pyrrophyta 2 genres (4,9%) et les Euglenophyta 1 genre (2,4%). Au niveau de la fréquence relative, on distingue les fortes représentativités suivantes : Cymbella sp (82,7%), Cosmarium sp (64,95%), Synedra sp (62,85%), Navicula sp, (43,69%), Melosira sp (41,36%) et Microcystis sp (27%). Ces proies sont les plus fréquemment rencontrées dans les estomacs et intestins d’O.niloticus. Sur le plan d’abondance numérique, les proies les plus consommées sont respectivement Cymbella sp (16,26%), Cosmarium sp (12,77%), Synedra sp (12,37%), Navicula sp (8,5%) et Melosira sp (8,13%). La classification des proies par le MFLi% cumulé indique que les proies préférentielles sont respectivement Nostoc sp (21,83%), Melosira sp (37,94%) et Cymbella sp (51,48%). Les proies secondaires sont : Peridinium sp (59,31%), Œufs d’ascaris (66,55%), Cosmarium sp (72%), Eudorina sp (78,48%), Microcystis sp (83, 64%). Les 33 autres proies sont considérées comme proies accessoires. L’indice d’abondance spécifique remarquable porte sur les genres Gyrosigma sp (68,86%,) Sphaeroplea sp (25,93%), Cosmarium sp (22%) , Spurilina sp (20%), Microcystis sp (20%), Synedra sp (20%), Gymnodinium sp (20%), Oedogonium sp (20%) et Staurastrum sp (20%). Les proies préférentielle, secondaire et accessoire peuvent être aussi appréciées mathématiquement selon les segments de la droite d’équation y= -1,5051 x+17,645 avec une corrélation r= 0,92 comme l’indique la figure 22. En effet, la figure 22 indique que le segment [A B] selon les nœuds de la droite peut être assimilé et apprécié comme proies préférentielles. Le segment] B C] comporte les proies secondaires et les nœuds] C β] sont considérés comme proies accessoires.

Quant au coefficient de vacuité pour les deux saisons, il est de 2,06%, dont 1,81% pour la saison sèche et 2,21% pour la saison hivernale (formule 5).

Pour permettre une visualisation des proies préférentielles et secondaires de O. niloticus, des microphotographies ont été prises (planches 1). Ces images qui ont été prises à l’aide d’un logiciel (AxioVision SE64 Rel. 4.8) dont les mesures sont exprimées en pixel ne nous ont pas permis de décrire la taille de chaque photographie par une échelle. Néanmoins, ces microphotographies permettent de distinguer les genres, souvent jusqu’ à l’espèce à partir des caractéistiques de chaque spécimen.

Le tableau 4 indique que O. niloticus consomme 100% de proies productrices de toxines présentes dans le lac de barrage de Ziga. Les proies colmatrices de filtres recensées dans le lac du barrage, sont consommées à 81,82% par le prédateur (tableau 5) tandis que le tableau 6 rapporte que 92,31% d’algues productrices de goûts et d’odeurs, présentes dans la retenue d’eau, sont consommées par O. niloticus.

Tableau 3 : Composition du régime planctonophage d’Oreochromis niloticus avec les valeurs des indices Fi%, Ni%, Pi%, Si%, MFI% et MFI% cumulé

CUMUL Proie Fi% Ni% Pi% Si% %MFI MFI% Régime Nostoc sp 10,9813 2,1589 66,4597 13,4286 21,8338 21,8338 Préférentiel Melosira sp 41,3551 8,1305 9,5989 16,4958 16,1027 37,9365 Préférentiel Cymbella sp 82,7103 16,2609 3,3947 18,3896 13,5427 51,4792 Préférentiel Peridinium sp 22,4299 4,4097 4,1894 15,6863 7,8346 59,3138 secondaire Œufs de parasites 21,7290 4,2719 3,6885 17,0956 7,2355 66,5493 secondaire Cosmarium sp 64,9533 12,7699 0,8929 22,4737 6,1548 72,7040 secondaire Eudorina sp 15,1869 2,9858 3,3659 13,2114 5,7784 78,4825 secondaire Microcystis sp 27,8037 5,4662 1,4669 20,9139 5,1615 83,6439 secondaire Pinnularia sp 8,6449 1,6996 1,1900 11,9355 2,5922 86,2361 accessoire Tribonema sp 17,2897 3,3992 0,5290 14,4531 2,4442 88,6803 accessoire Navicula sp 43,6916 8,5898 0,0824 15,3153 1,5338 90,2141 accessoire Synedra sp 62,8505 12,3565 0,0346 20,5030 1,1917 91,4058 accessoire Sphaeroplea sp 3,2710 0,6431 0,4854 25,9259 1,0184 92,4242 accessoire

Cladophora sp 1,1682 0,2297 1,2793 14,2857 0,9881 93,4123 accessoire Ulothrix sp 4,9065 0,9646 0,2833 11,2903 0,9528 94,3650 accessoire Epithenia sp 0,9346 0,1837 1,2730 12,5000 0,8816 95,2466 accessoire Mougeotia sp 9,8131 1,9293 0,0934 14,1892 0,7737 96,0203 accessoire Rhizoclonium sp 0,7009 0,1378 1,2649 15,7895 0,7610 96,7813 accessoire Surirella sp 3,0374 0,5972 0,2194 13,5417 0,6597 97,4411 accessoire Sphaerocystis sp 5,8411 1,1484 0,0748 11,7371 0,5342 97,9753 accessoire Nitzschia sp 7,0093 1,3780 0,0365 15,0000 0,4087 98,3839 accessoire Euastrum sp 14,2523 2,8020 0,0173 13,8568 0,4009 98,7848 accessoire Diatoma sp 3,7383 0,7350 0,0205 15,2381 0,2238 99,0086 accessoire Gyrosigma sp 8,8785 1,7455 0,0067 67,8571 0,1968 99,2054 accessoire Xanthidium sp 5,3738 1,0565 0,0069 13,6095 0,1558 99,3613 accessoire Pseudanabaena sp 5,1402 1,0106 0,0055 11,3402 0,1365 99,4977 accessoire Closterium sp 2,5701 0,5053 0,0058 13,4146 0,0983 99,5960 accessoire Volvox sp 0,9346 0,1837 0,0065 14,8148 0,0632 99,6593 accessoire Gymnodinium sp 2,5701 0,5053 0,0023 20,3704 0,0621 99,7214 accessoire Merismopedia sp 0,7009 0,1378 0,0083 8,3333 0,0616 99,7830 accessoire Lyngbya sp 0,4673 0,0919 0,0065 15,3846 0,0447 99,8277 accessoire Spirulina sp 2,1028 0,4134 0,0008 20,9302 0,0339 99,8617 accessoire Pandorina sp 0,2336 0,0459 0,0051 9,0909 0,0279 99,8896 accessoire Coelastrum sp 0,9346 0,1837 0,0008 11,4286 0,0214 99,9110 accessoire Scenedesmus sp 1,1682 0,2297 0,0006 7,3529 0,0208 99,9318 accessoire Phacus sp 0,2336 0,0459 0,0017 11,1111 0,0159 99,9476 accessoire Chroococcus sp 0,9346 0,1837 0,0002 10,0000 0,0121 99,9598 accessoire Oedogonium sp 0,2336 0,0459 0,0008 20,0000 0,0110 99,9707 accessoire Staurastrum sp 0,9346 0,1837 0,0002 20,0000 0,0107 99,9814 accessoire Pediastrum sp 0,2336 0,0459 0,0006 14,2857 0,0096 99,9910 accessoire Eunotia sp 0,4673 0,0919 0,0001 12,5000 0,0065 99,9975 accessoire Oocystis sp 0,2336 0,0459 0,0000 10,0000 0,0025 100,0000 accessoire

Figure 21 : Proportion des genres d’algues par embranchement

4.2.3. Analyse du régime planctonophage d’Oreochromis niloticus en fonction de la taille

Les classes de taille basées sur l’abondance numérique permettent de vérifier la variabilité du régime phytoplanctonophage des poissons capturés en fonction de la taille (juvéniles et adultes). Dans notre étude, nous avons considéré deux classes. La taille du plus petit poisson (92 mm) capturé jusqu’à 110 mm (92 ≤Ls ≤ 110 푚푚) et la classe des tailles de poisson allant de 150 mm jusqu’à la plus grande taille de poisson capturé ( 150 ≤ 퐿푠 ≤ 200 푚푚). La figure 23 indique qu’il n’y a pas de regroupement de proies pour chacune des deux classes considérées. Il n’y a donc pas de variation significative de régime phytoplanctonophage entre les deux classes définies. La figure 25 indique un coefficient de correlation de 0.8701 entre les deux classes.

Figure 22 : Courbe des proies préférentielles, secondaires et accessoires tracée à partir de % MFI

Figure 23 : Abondance relative des proies ingérées par Oreochromis niloticus en fonction de la taille

Figure 24 : Abondance relative des proies ingérées par Oreochromis niloticus en fonction de la saison(saison sèche et saison pluvieuse)

4.2.4. Analyse du régime planctonophage d’Oreochromis niloticus en fonction des saisons sèche et pluvieuse.

Les poissons capturés ont été classés en fonction de la saison. D’octobre à mai (saison sèche) 166 poissons ont été capturés. De juin à septembre (saison pluvieuse) 271 poissons ont été capturés. Après analyse des estomacs et intestins il ressort que 9 estomacs de poissons étaient vides dont 3 pour les captures de la saison sèche et 6 pour la saison pluvieuse.

Après l’analyse des 428 estomacs et intestins pleins, ils ont été d’une part projetés sur un plan pour constater s’il existe une discrimination sur les proies ingérées en fonction de la période et d’autre part nous avons effectué une régression linéaire d’une période à l’autre afin de constater les corrélations existantes entre le régime des deux périodes.

Comme l’indique la figure 24, il n’y a pas de discrimination entre les proies ingérées en saison sèche et celles trouvées dans les estomacs et intestins des poissons capturés en saison pluvieuse.

Quant à la figure 26, elle indique une forte corrélation entre les proies ingérées en saisons sèche et celles retrouvées dans les estomacs et intestins de la saison pluvieuse. L’équation de la droite des deux paramètres est y= 0.0539+0.9774x avec un fort coefficient de corrélation r=0.9298.

Figure 25 : Coefficient de corélation entre les classes de taille de Oreochromis niloticus basée sur l’abondance relative des proies ingérées (92

Figure 26 : Coefficient de corélation entre les saisons sèche et pluvieuse de Oreochromis niloticus, basée sur l’abondance relative des proies ingérées

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1-s: Microcystis aeruginosa 2-p: Melosira granulata 3-p: Nostoc commune

4-p: 5-p: Cymbella affinis Melosira varians

6-s: Œuf d’helminthes 7-s: Eudorina elegans 8-s: Microcystis wesenbergii

9-s: Cosmarium punctulatum 10-s: Melosira granulata 11-s: peridinium cinctum

Planche 1: Proies préférentielles et secondaires de Orechromis niloticus du lac de

barrage de Ziga : P : proies préférentielles, S : proies secondaires

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Tableau 4 : Relation entre Oreochromis niloticus et proies productrices de toxines

Agents de lutte biologique Analyses quantitatives

Bio- Oreochromis niloticus (prédateur) Bio Bio Bio agresseurs identifiés dans agresseurs agresseurs agresseurs l’analyse des intestins et estomacs décrits par la observés littérature dans le lac de barrage de Ziga Genres Genres (proies) Embranchement. Nombre Nombre Nombre Pourcentage d’algue producteurs de toxines 8 6 6 100%

Nostoc: Préférentiel Cyanophyta Microcystis : Secondaire Cyanophyta

Pseudanabaena : Accessoire Cyanophyta Lyngbya : Accessoire Cyanophyta Chroococcus : Accessoire Cyanophyta Merismopedia: Accessoire Cyanophyta

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Tableau 5 : Relation entre Oreochromis niloticus et proies colmatrices de filtres

Agents de lutte biologique Analyses quantitatives Bio-agresseurs Oreochromis niloticus (prédateur) Bio agresseurs Bio agresseurs Bio agresseurs identifiés dans décrits par la observés dans le l’analyse des intestins et littérature lac de barrage estomacs de Ziga Genres d’algue Genres (proies) Embranchement. Nombre Nombre Nombre Pourcentage colmateurs de filtre Melosira: Préférentiel Chromophyta 20 11 9 81,82% Peridinium: Secondaire Pyrrophyta

Synedra : Accessoire Chromophyta Diatoma: Accessoire Chromophyta Cymbella : Préférentiel Chromophyta Microcystis: Secondaire Cyanophyta Navicula: Accessoire Chromophyta Pseudanabaena: Accessoire Cyanophyta Closterium: Accessoire Chlorophyta

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Tableau 6: Relation entre Oreochromis niloticus et proies productrices de Goûts et d’odeurs

Agents de lutte biologique Analyses quantitatives

Bio-agresseur Oreochromis niloticus (prédateur) Bio agresseurs décrits par la Bio Bio agresseurs identifiés dans littérature agresseurs l’analyse des intestins et observés dans estomacs le lac de barrage de Ziga Producteurs de Genres (proies) Embranchement. nombre nombre nombre Pourcentage goûts et d’odeurs Melosira : Préférentiel Chromophyta 40 13 12 92,31% Microcystis : Secondaire Cyanophyta

Synedra : Chromophyta Accessoire

Peudanabaena : Accessoire Cyanophyta Scenedesmus : Accessoire Chlorophyta Lyngbya : Accessoire Cyanophyta

Cosmarium : Seccessoire Chlorophyta

Closterium : Accessoire Chlorophyta

Pediastrum : Accessoire Chlorophyta

Peridinium : Seccessoire Pyrrophyta Volvox : Accessoire Chlorophyta Pandorina : Accessoire Chlorophyta

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4.3. Discussion

Nous avons mesuré les coefficients intestinaux des 437 O.niloticus capturés dans le lac de barrage de Ziga. Ils ont varié entre 4,76 à 9,94. Ces résultats montrent que la longueur de l’intestin vaut 5 à 10 fois la taille standard du poisson. Cette taille selon certains auteurs (Paugy, 1994 ; Lagler et al.,1962) est fonction du régime alimentaire des espèces et de la digestibilité de leurs proies.

En effet, les travaux de Paugy (1994) ont permis de décrire la gilde trophique de certaines espèces de la chaîne alimentaire à partir de leur coefficient intestinal (CI) en l’occurrence les microphages et macrophages (CI~1,83-7,00), les limivores (périphytophages) (CI~10,00-17,00), les ichtyophages (CI~0.78-1,10), les invertivores (CI~0,73-0,93), les omnivores (CI~0,80-1,32) et les zooplanctonophages (CI~0,70-0,8).

Le coefficient intestinal (4,76 à 9,94) de O. niloticus que nous avons calculé couvre celui des macro/microphage décrit par Paugy, 1994.

Selon Lagler et al, (1962), l’intestin chez les herbivores est plus long et court chez les carnivores car les proies d’origine animale sont plus rapidement digérées que celles d’origine végétale. La longueur de l’intestin en rapport avec celle de la taille standard du poisson le rapproche beaucoup plus des espèces d’origine végétale.

En effet, les données recueillies dans la littérature en comparaison avec les résultats obtenus sur les coefficients intestinaux d’O.niloticus du barrage de Ziga montrent que cette espèce est microplanctonophage. La longueur de son intestin indique qu’elle est aussi proche des périphytophages car se nourrit aussi du phytoplancton des rivages comme Nostoc sp, qui fait partie de ses proies préférentielles et reconnues en général comme une algue des rivages. Les œufs d’ascaris retrouvés comme proies secondaires chez l’espèce confirment la migration vers les rivages des retenues d’eau par l’espèce pour la recherche de ses proies. En effet, les œufs d’Ascaris incrustés dans les déjections des animaux infestés sont déposés au bord des rives lors de l’abreuvage d’eau par les animaux. Après la décomposition de la matière fécale, ces œufs constituent des proies privilégiées pour O. niloticus. Selon Lauzanne (1988), l’espèce peut se comporter en grand filtreur de pleine eau comme elle peut également se nourrir de la pellicule détritique sédimentée surtout le feutrage organique et les détritus végétaux. Ce régime composé peut expliquer ce long coefficient intestinal pour la digestion

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décrit par Lagler et al., (1962). Quant à la taille (4,76- 9,94) du Coefficient intestinal d’O. nilotus décrit plus haut, elle couvre les travaux de Paugy (1994) qui indiquent que les espèces périphytonophages ont un intestin au moins 10 fois plus long que la longueur standard.

En effet, l’analyse quantitative et qualitative des contenus stomacaux et intestinaux a permis d’identifier un large spectre d’action d’O. niloticus sur les algues. Sur 44 genres d’algues recensés dans le lac de barrage de Ziga, 41 genres ont été répertoriés dans les estomacs et intestins et répartis dans 5 embranchements différents. Les Chlorophyta sont les plus représentés suivis, des Chromophyta, des Cyanophyta, des Pyrrophyta et des Euglenophyta.

La répartition des proies dans le continuum estomac-intestin de O.nilotica selon les valeurs indicielles de Rosecchi et al., (1987), donne pour proies préférentielles : Nostoc sp (cyanophytes), Melosira sp (Chromophyta) et Cymbella sp (Chromophyta) ; pour proie secondaires Peridinium sp (Pyrrophita), Cosmarium sp (Chlorophyta) sp, Eudorina sp (Chlorophyta) et Microcystis sp (Cyanophyta) et les 33 autres proies sont classées comme proies accessoires.

Ces résultats corroborent ceux confirmés par de nombreux auteurs qui reconnaissent de façon unanime que O. niloticus, quand bien même, se nourrit des micro détritus qu’il trouve dans son milieu, le phytoplancton reste sa proie essentielle dans les eaux tropicales (Fish, 1955 ; Low-McConnel, 1958 ; Beveridge et al., 1989 ; Getachew al., 1989 ; Moriarty et Moriarty, 1973).

Par ailleurs, nos analyses ont montré que O .niloticus consomme des œufs d’ascaris que nous avons retrouvés parmi la classe des proies secondaires. Cependant un seul œuf a été détecté dans les échantillons d’eau récoltés pour l’analyse qualitative des algues du barrage. Ces données viennent confirmer la fouille de la pellicule sédimentaire par l’espèce à la recherche de ses proies préférentielles et secondaires ci-dessus citées. Au regard de l’importance de la fréquence d’occurrence des œufs d’ascaris dans les 428 estomacs pleins et de leur absence dans les 9 estomacs vides, nous avons privilégié l’hypothèse que ces œufs d’ascaris constituent une catégorie de proies et non une infection des sujets.

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L’examen des contenus stomacaux et intestinaux a aussi révélé trois grandes catégories de proies ingérées par O. niloticus et dont leur incompatibilité à la qualité de l’eau, a été décrite par la littérature. Ces algues au regard de leurs actions, sont en partie responsables du rejet de l’eau de robinet par un bon nombre de consommateurs (Proulx et al., 2010).

Il s’agit : des proies productrices de toxines comme Nostoc sp (proie préférentielle), Microcystis sp (proie secondaire), Pseudanabaena sp (proie accessoire), Merismopedia sp (proie accessoire), Lyngbya sp (proie accessoire), et Chroococcus sp (proie accessoire) ; des algues productrices d’odeurs et de goûts dans l’eau en l’occurrence, Melosira sp (proie préférentielle), Microcystis sp (proie secondaire), Synedra sp (proie accessoire), Pseudanabaena sp (proie accessoire), Scenedesmus sp (proie accessoire), Lyngbya sp (proie accessoire); Cosmarium sp (proie secondaire), Closterium sp (proie accessoire), Pediastrum sp (proie accessoire), Peridinium sp (proie secondaire) et Volvox sp (proie accessoire) ; des genres d’algues colmateurs des filtres à sable des stations de traitement empêchant l’infiltration de l’eau par le tapis de sable comme, Melosira sp (proie préférentielle), Peridinium sp (proie accessoire), Synedra sp (proies accessoire), Navicula sp (proie accessoire), Diatoma sp (proie accessoire) et Euglena sp (proie accessoire).

Tous les genres d’algues décrits dans la littérature comme nuisibles à la qualité de l’eau potable et répertoriés dans le barrage de Ziga, à l’exception de Cyclotella sp, ont été retrouvés selon leur importance dans les intestins et estomacs de O. niloticus. C’est dire que O. niloticus a un large spectre d’action sur ces genres d’algues bioagresseurs de la qualité de l’eau.

Par ailleurs, les travaux de plusieurs auteurs ont montré que des espèces de poissons peuvent varier leur régime alimentaire en fonction de la saison (période où certaines proies abondent et d’autres se font rares) ou en fonction de leur taille (juvéniles ou adultes). C’est le cas de Sarotherodon melanotheron de la retenue Awaba du Nigeria (Ugwumba et Adebisi, 1992), de Synodontis membranaceus du réservoir de Bagré du Burkina Faso (Oueda, 2009), de Synodontis bastiani de BIA Côte d’Ivoire (Kouamélan, 1999) et de Mormyrus rume, Marcusenius furcidens, Marcusenius ussheri (Diomandé et al., 2001). Selon Lausanne (1976), ces poissons adaptent leur régime alimentaire à la disponibilité des proies. En effet, les proies en milieu tropical, sont abondamment disponibles pendant les hautes eaux (saison pluvieuse)

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et diminueraient fortement lors des basses eaux ou saison sèche (Wootton 1990, Kabré et al., 2002b, Ouéda et al., 2007).

Cependant, l’étude du régime phytoplanctonophage des 166 estomacs pleins d’O. niloticus capturés en saison sèche et de 271 capturés en saison pluvieuse dans le barrage de Ziga n’a pas montré de variation significative entre les deux saisons. Il y a une forte corrélation (r= 0,9298) entre les proies ingérées en saison sèche et celles ingérées en saison pluvieuse. Les coefficients de vacuité en saison sèche et en saison pluvieuse, respectivement de 1,81 et de 2,21 confortent la relative constante du régime alimentaire de l’espèce pendant les deux saisons.

Il n’y a pas eu non plus de changement de proies préférentielles, secondaires et accessoires entre le régime des deux classes de taille considérées. Aucun regroupement de proies n’a été constaté dans le plan de projection des proies prises entre les petites tailles et les grandes tailles.

Il n’y a donc pas eu une discrimination de prises de proies ni entre les saisons ni entre les tailles considérées.

Nos résultats diffèrent cependant, des travaux de Mukankomeje et al., (1994) sur le régime alimentaire d’O. niloticus en fonction des quatre saisons annuelles au Rwanda. En effet, ses travaux sur le régime alimentaire dans le lac Muhazi au Rwanda indiquent une discrimination sur les proies ingérées par l’espèce pour chacune des quatre saisons de l’année. Mais il est important de souligner que l’auteur précise que la variation concernait essentiellement les espèces de l’embranchement des Cyanophyta.

Les travaux de certains auteurs (Paugy et Lévêque,1999), Lauzanne,1988) et Oueda, 2009), corroborent nos résultats de la relative constante du régime planctonophage d’O. niloticus. En effet, à travers ces études, tous les auteurs sont unanimes que O. niloticus est un poisson microplanctonophage filtreur qui consomme essentiellement du phytoplancton et des micro détritus divers. Les travaux de Mukankomeje et al., (1994) ont montré que O. niloticus consomme peu de zooplancton et peu de macrophytes et la fraction la plus importante dans son régime alimentaire est le phytoplancton. Les travaux des auteurs comme Fryer et Iles (1972), Getachew et Fernando (1989), indiquent qu’à l’âge adulte, les proies d’O. niloticus sont essentiellement basées sur le phytoplancton dans la plupart des eaux tropicales. Il consommerait également des micro-détritus divers.

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A la nuance des travaux de ces auteurs avec l’originalité de notre thème, est qu’aucune liste spécifique d’algues nuisibles à la qualité de l’eau et consommées par O. niloticus n’a jamais été dressée comme agents de contrôle biologique aux fins de son utilisation pour améliorer la qualité de l’eau dans les réservoirs d’eau à ciel ouvert.

Les travaux de cette étude ont par ailleurs montré l’importance de la prédation des œufs d’ascaris (proies secondaires) par O.niloticus. Cet aspect a une importance capitale dans le thème que nous avons abordé car l’ascaridiose (maladie causée par Ascaris lumbricoides) constitue dans les pays tropicaux à hygiène modéré jusqu’à nos jours un problème de santé publique.

Beaucoup d’auteurs prônent l’association de la lutte biologique au traitement d’eau car l’utilisation des produits chimiques seuls pour éliminer les agents pathogènes de l’eau brute pose aussi quelques conséquences néfastes sur l’Environnement ; telles la toxicité dans la chaîne trophique, la pollution des eaux de surface et souterraine, et surtout sur la santé humaine (Mathias de Kouassi, 2011).

Nos travaux indiquent que les algues productrices de toxines sont consommées à 100 %., les genres colmateurs de filtres sont pris à 82,82% et les genres producteurs de goûts et d’odeurs sont consommés à 92, 31 %. Ce fort taux de prédation de O. niloticus sur les bioagresseurs de la qualité de l’eau indique que l’espèce a un large spectre d’action sur les bioagresseurs et par conséquent peut contribuer à la lutte contre la dégradation de la qualité des retenues d’eau à multi- usage et utilisées comme adduction d’eau potable.

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Conclusion

Cette étude a permis de dresser dans un barrage à but d’exploitation d’eau potable la liste des genres d’algues consommés par un poisson dont le régime est essentiellement phytoplanctonophage. Elle a permis de mettre en exergue pour la première fois la liste des genres d’algues consommés par Oreochromis niloticus et qui sont responsables des odeurs et des goûts dans l’eau potable. Ces travaux ont également dressé la liste des genres d’algues consommés par O. niloticus et qui sont producteurs de toxines et ceux qui perturbent le fonctionnement des stations de traitement par colmatage des filtres de sable.

Il a été également prouvé par la présence dans les contenus stomacaux d’O. niloticus des œufs d’ascaris responsables de l’ascaridiose avec un fort pourcentage de fréquence d’occurrence les situant parmi les proies secondaires de l’espèce.

Les analyses statistiques que nous avons effectuées ne montrent pas de discrimination de prise de proies par O. niloticus en fonction des saisons (saison sèche et saison pluvieuse) ni en fonction des classes basées sur la taille (juvénile ou adulte). L’espèce a un large spectre d’action sur les algues nuisibles à la qualité de l’eau du robinet et celles reconnues dangereuses pour le colmatage des filtres à sable. Au Burkina Faso l’espèce représente la plus grande population de poissons dans les fermes de pisciculture et les réservoirs d’eau naturels et constitue le poisson le plus commercialisé du pays.

De cet ensemble d’analyses, il ressort que les potentialités d’O. niloticus pour un agent de lutte biologique et de barrières naturelles à la prolifération des algues semblent avérées. Il pourrait être utilisé pour maintenir les agents nuisibles en dessous d'un seuil de nuisibilité mais aussi, améliorer les revenus des populations riveraines des réservoirs d’eau.

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CHAPITRE II : REGIME PLANCTONOPHAGE DE SAROTHERODON GALILAEUS

Introduction

Les algues sont des organismes chlorophylliens qui se développent dans l’eau ou dans les milieux humides (Itlis, 1980). En sus de ces conditions, elles ont besoin, pour mieux prospérer dans leur milieu, des éléments comme le gaz carbonique, les sels minéraux et de la lumière (Bourrelly, 1996).

Les algues sont le point de départ de la chaîne alimentaire aquatique qui aboutit au peuplement piscicole exploité par l’homme (Itlis, 1980). A cet égard, on peut dire qu’elles constituent une importante ressource vitale pour l’homme et les écosystèmes aquatiques.

En effet, certains embranchements algaux tels que les Cyanophyta, produisent dans l’eau des toxines comme les neurotoxines, les hepatotoxines et les dermatotoxines incompatibles à la santé humaine et animale (Sivonen et Jones, 1999 ; Chorus et Bartram, 1999 ; Briand et al., 2003 ; Lambert et al., 1994 ; Charbonnier, 2006 ; Brent et al., 2001 ; Fujiki et al., 1990 ; Ito et al., 2002 ; Devlin et al., 1977).

Selon plusieurs auteurs, les Cyanophyta ne sont pas les seuls embranchements à produire des toxines incompatibles à la santé humaine, animale et aviaire. Parmi les algues, on a pu isoler chez certaines souches de Dinophyta et de Bacyllariophyta, des toxines ayant des effets : diarrhéiques, paralysants, neurologiques, amnésiants et azaspiracides chez l’homme par le biais de la consommation de certains produits dulçaquicoles et certains fruits de mer (Charbonnier, 2006).

Les travaux d’autres auteurs ont montré que certains odeurs et goûts dans l’eau de boisson sont provoqués par des genres d’algues (Proulx et al., 2010).

D’autres genres d’algues sont reconnus pour leur capacité à colmater les filtres (APHA, 1985) des stations de traitement d’eau nécessitant des arrêts fréquents pour le nettoyage (Neya et al., 2017a).

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Selon certains auteurs, le chlore utilisé pour la désinfection de l’eau potable, en contact avec une importante biomasse algale, peut produire des trihalométhanes (THM) et des acides acétiques halogénés (Milot et al., 2000), incompatibles à la santé humaine (Mills et al., 1998 ; Morris et al., 1992 ; Bisson et Gaudreau, 1992).

Au Burkina Faso, la quasi-totalité des réservoirs de captage d’eau exploités à des fins d’usage domestique sont des retenues d’eau à usage multiple. C’est dire que ces mêmes réservoirs d’eau sont utilisés pour le maraîchage, l’abreuvage des animaux et le traitement d’eau potable. Ce multi usage conduit rapidement les retenues d’eau à l’eutrophisation, suivi d’importantes concentrations algales et dont la population est majoritairement composée de Cyanophyta (Neya et al., 2017a ; Neya et al., 2017b).

Pour faire face à cette problématique, S. galilaeus, une espèce locale à intérêt économique au Burkina Faso et qui peuple le lac de barrage de Ziga, est utilisé comme filtreur et brouteur des algues (Lowe, 1959), surtout des algues nuisibles à la qualité de l’eau de ce lac ( Neya, 2011).

Cette expérience du régime planctonophage de S. galilaeus, est menée pour la première fois au Burkina Faso. Elle se veut une action préventive pour l’amélioration de la qualité des eaux des retenues d’eau à multi usage. Elle se propose également d’être une contribution à la lutte biologique ; une alternative à l’utilisation abusive des produits chimiques, reconnus néfastes sur les écosystèmes aquatiques et la santé humaine (Mathias, 2001).

5.1. Description du milieu d’étude

Le Burkina Faso est un pays sahélien qui connaît un déficit de mobilisation d’eau souterraine.

Les retenues d’eau exploitées par l’ONEA à des fins d’eau potable sont à 84% issues des lacs de barrage à ciel ouvert. Toutes ces sources d’eau sont à usage multiple et connaissent une eutrophisation accélérée qui détériore la qualité de l’eau.

Le barrage de Ziga créé en 1998 n’échappe pas à ce phénomène anthropique.

112

En effet, le lac de barrage de Ziga est le plus grand barrage du Burkina Faso à vocation d’eau potable. Il ravitaille en eau potable la ville de Ouagadougou à plus de 70% et tous les villages traversés par la conduite d’amenée d’eau. Il est situé à 50 km de la capitale, Ouagadougou et mobilise 208 million de m3 d’eau en période de crue. La station actuelle de traitement d’eau à une capacité de 12000 m3 /h.

Il est situé dans une zone à climat tropical, Nord-soudanien avec deux saisons. Une saison pluvieuse de juin à septembre et une saison sèche d’octobre à mai. La température et la pluviométrie moyennes sont successivement pour les dix dernières années de 29, 1 °C et de 713 millimètres (Neya, 2011).

Comme l’indique la figure 27, le lac est entouré par plus de 26 villages d’agriculteurs et d’éleveurs (ONEA, 1997).

L’élevage est extensif et impacte négativement la qualité de l’eau en toute saison. Plus de deux mille hectares de la zone de servitude sont emblavés de spéculations maraîchères. En sus de ces activités, la pérennité de l’eau du barrage attire la transhumance pendant les 8 mois de saison sèche.

Toutes ces activités autour du barrage ont pour conséquences, l’enrichissement du plan d’eau en nutriment provoquant en toute saison un important développement des algues (Neya et al., 2017a) détériorant ainsi la qualité de l’eau du lac.

113

OCCUPATION DES TERRES AUTOUR DU LAC DE BARRAGE DE ZIGA 1

0 700 000 710 000 720 000 4 0 Sabouri-Nakoara 1 0 # 0 0 Tampanga 0

1 0 N BURKINA FASO T4 amasgo 0

1 # # Sabouri-Natenga # Nioniopalogo # Bagabin# Noung#ou # # Ouitenga-Poecin

# # Tiendpalogo Bissiga-Mossi # # Taonsgo Bis#siga-Peulh # Dayagretenga # TengsobaKiéma Silmiougou # Lemnogo Gondogo Tandaaga

# Tansablogo # P8 # # Tambizinsé # Barkoudouba # # # Gandogo # 1 Ko0 mnogo Batenga 4

0 0

0 # 0 0 # 0 0 # Tampaongo 0 4 Sonpélcé 0

0 3

S0 oulogo # 9 0 P5 # 0 0 # Ouagatenga # Nioniogo 0 9 Ziga 0

3 0

0 # 8

Boudte0 nga Kolokom 0

0 0

8 0

3 0

1 700 000 710 000 720 000 7000 0 7000 Meters

Figure 27 : Carte de points de suivi de l’homogénéité et de capture de poisson à vocation d’agent de lutte biologique comme Sarotherodon galilaeus dans le lac de barrage de Ziga, Burkina Faso

114

5.2. Méthode et collecte des données

Pour le suivi de l’homogénéité du lac, onze points ont été installés le long du barrage. Il s’agit des points fixes (figure 27) servant à effectuer des prélèvements périodiques d’échantillons pour analyser au laboratoire l’évolution des algues en différentes zones du barrage ainsi que le processus de sédimentation au fil des années.

Ces repères d’observation ont servi dans ce présent document de base pour l’installation de filets maillants de 10 à 30 mm vides de maille pour la capture des poissons à étudier.

Ces filets sont posés par des pêcheurs professionnels le soir entre 18 heures et 18 heures 30 mn et relevés le lendemain matin à 7 heures et à 12 heures.

Les filets sont posés sur chaque point d’homogénéité du lac comme l’indique la figure 27. Les poses sont effectuées deux fois par mois ; au début du mois et à la fin du mois.

Les séances de capture des poissons ont débuté en février 2014 et ont pris fin en janvier 2015. Au total 411 spécimens de S. galilaeus ont été capturés.

La longueur standard de chaque spécimen a été mesurée avec un ichtyomètre précis au millimètre . Ces poissons ont été ensuite éviscérés et les intestins et estomacs sont conservés dans des flacons à 5% de formaldéhyde. Les contenus stomacaux et intestinaux ont été analysés au laboratoire à l’aide d’un microscope optique droit ‘’PRIMO STAR’’ muni de caméra à haute résolution pour déterminer, selon Zinder 1982, les proies préférentielles, secondaires et accessoires de de S. galilaleus. En effet, selon plusieurs auteurs, l’étude du régime alimentaire des animaux peut se faire de façon naturelle à travers l’examen des contenus de leur intestins et tube digestif entier (Hureau, 1970 ; Holisova, 1975; Lauzanne, 1975 ; Hyslop, 1980; Zinder 1982 ; Rosecchi et Nouaze, 1987).

Un sous échantillon de 40 spécimens de taille variée, a été constitué pour mesurer la taille standard de chaque poisson ainsi que la longueur de l’intestin. Ces mesures spécifiques ont eu pour but d’apprécier le rapport entre la taille de l’intestin et la longueur standard en vue de déterminer le niveau trophique de S. galilaeus en fonction de son coefficient intestinal (Paugy, 1994).

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Le main food item de Zinder (1982) et les valeurs indicielles de Rosecchi et Nouaze (1987) en fonction des saisons (saison sèche et saison pluvieuse) et de la classe des tailles (juvéniles ou adultes) ont été également calculés pour apprécier la variation du régime phyplanctonage de S. galilaleus en fonction de ces deux paramètres car certaines espèces de poissons peuvent changer leur régime en fonction de l’abondance des proies (Ugwumba et al., 1992 ; Kouamélan, 1999 ; Oueda., 2009).

Pour l’analyse de la concentration des cellules algales contenues dans les estomacs et intestins de S. galilaeus, l’hématimètre de Malassez a été utilisé. Il comporte 100 unités rectangulaires d’une capacité totale de 1 µl.

L’expression des résultats par unité d’échantillon a été faite sur l’ensemble des 100 rectangles. Quant au calcul des biomasses (gramme) à partir du biovolume de chaque spécimen algal, il a été fait à l’aide des données existantes dans la littérature. L’estimation du biovolume des algues non identifiées dans la littérature a été faite à l’aide du micromètre du microscope utilisé et du tableur Excel en simulant les spécimens à des figures à dimensions géométriques connues (ellipsoïde, ovoïde, cylindre, sphère, etc.).

Parallèlement des échantillons d’eau de 1 litre, ont été prélevés dans les zones échantillonnées. Ces prélèvements ont eu pour but d’apprécier qualitativement les genres d’algue par point de prélèvement et de les comparer à ceux retrouvés dans les intestins et estomacs de S. galilaeus.

5.2.1. Traitement statistique des données recueillies

L’étude par les coefficients de corrélations a été effectuée à partir du logiciel STATISTICA (version 7.1).

Il a surtout permis de mettre en relief les coefficients de corrélation entre les régimes des saisons sèche et pluvieuse (figure 29) ainsi que entre ceux des espèces juvénile et adulte de S. galilaeus (figure 30).

Quant à la caractérisation du régime alimentaire, nous avons utilisé des indices proposés par les travaux d’auteurs qui permettent de regrouper les proies en fonction de leur valeur numérique. Ces valeurs sont ensuite rangées pour déterminer les proies qui contribuent le plus à l’alimentation de l’espèce étudiée. Le résultat final de la méthode est de séparer les proies principales des autres proies ingérées par l’espèce (Hureau, 1970 ; Lauzanne ,

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1975 ; Zinder 1982 ; Rosecchi et Nouaze 1987). Pour aboutir aux résultats finaux, les valeurs indicielles ci-dessous sont calculées.

(10) Indice de Fréquence ou Fréquences relatives (F)

Il consiste à compter Le nombre d’estomacs Ni, contenant une catégorie de proie et l’exprimer en pourcentage du nombre total NT d’estomacs contenant au moins une proie (Hyslop, 1980). 푁푖 퐹% 푖푡푒푚푖 = × 100 ; 퐹% 푖푡푒푚푖 est la fréquence de l’item i, Ni est le nombre 푁푇 d’estomacs contenant l’item i et NT est le nombre d’estomacs contenant au moins une proie.

(11) Indice d’abondance numérique (Ni)

Le nombre total d’individus de la catégorie d’aliment i (proies) dans tous les estomacs

(Ni) est compté et exprimé en pourcentage du nombre total d’individus (NT) de toutes les 푛푖 catégories de proie (Hyslop, 1980). 푁푖 = × 100. 푁푇

(12) Indice d’abondance pondérale (Pi)

Cet indice exprime le pourcentage du poids du régime alimentaire. Selon Hyslop, 푝푖 1980 ; Paugy et Lévêque, 1999 ; Pi est déterminé sous la formule suivante : 푃푖 = × 100 ou 푃푡 pi est la masse d’une proie i et Pt la masse totale des proies.

(13) Aliment principal ou main Food Item (MFI)

Zander (1982), calcule le régime alimentaire en combinant trois indices à savoir l’indice d’abondance pondérale (Pi), l’indice numérique (Ni) et la fréquence relative (Fi). Cet assemlage des proies en fonction de leur valeur indicielle permet de les classer par ordre d’importance de prise de proies. C’est-à-dire les proies préférentielles, secondaires et

(퐹푖+푁푖) accessoires. Ce regroupement a permi de justifier la formule ci-après : MFIi= √푃푖 2

(14) Rosecchi et Nouaze 1987, expriment la formule MFI en pourcentage (MFI%). Selon les auteurs, cette échelle de classement permet une bonne répartition des proies dans les différentes catégories, lorsque celles-ci sont nombreuses et d’abondances voisines. Pour mieux séparer les proies préférentielles des autres telles que les proies secondaires et accessoires, les valeurs de MFI% pour une espèce donnée, sont rangées en ordre décroissant. Partant de la proie de rang 1, on additionne les indices de chacune des proies de manière à

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obtenir 50% ou plus de l’indice total. Ces proies sont appelées des proies préférentielles (proies dont l’absence dans le milieu nuit au développement du prédateur (Berg, 1979). On continue à ajouter le pourcentage des proies dans l’ordre jusqu’à l’obtention d’un indice au moins égal à 75% de l’indice total. Ces proies sont appelées des proies secondaires. Les dernières proies de la liste sont considérées comme accessoires. La formule proposée par les auteurs est exprimée ci-après : 푀퐹퐼푖 (15) MFIi% = 푛 × 100. ∑푖=1 푀퐹퐼푖 Pour compléter l’appréciation du régime planctonophage de S. galilaeus, les valeurs indicielles du niveau trophique de l’espèce et celles exprimant la variation des prises du régime alimentaire pendant les périodes d’abondance ou d’insuffisance de proies en fonction des saisons sont ci-dessous indiquées.

(16) Coefficient de vacuité (Cv): il représente le pourcentage d’estomacs vides en 푁푣 rapport avec le nombre total d’estomacs examinés. 퐶푣 = × 100, avec Nv le nombre 푁푡 d’estomacs vides et Nt le nombre total d’estomacs examinés. Il exprimerait la variation des prises du régime alimentaire pendant les périodes d’abondance ou d’insuffisance de proies en fonction des saisons.

(17) Coefficient intestinal (CI) : Paugy (1994) sur la base du coefficient intestinal, a effectué une classification des niveaux trophiques des poissons à partir de leur coefficient intestinal par l’expression 퐿푖 suivante : Ci= avec Li longueur de l’intestin et Ls la longueur standard du poisson 퐿푠

5.3. Résultats

L’analyse des échantillons d’eau a permis d’identifier 44 genres d’algues dans le lac de barrage de Ziga. Celle des estomacs et intestins de S.galilaeus a permis d’identifier 37 proies dont 36 genres d’algue et des œufs d’helmintes comprenant cinq embranchements (figure 28). Les Chromophyta (51,932%), les Chlorophyta (26,327%), les Pyrrophyta (10,304%), les Cyanophyta (6,131%) et les Euglenophyta (0,103%). Les œufs d’helminthes identifié représentant 5,204 % de l’ensemble.

Le coefficient intestinal (formule 17) est compris entre 4,39 et 11,65.

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Le coefficient de vacuité (formule 16) est : 2, 817 pour la saison pluvieuse ; 1,471 pour la saison sèche ; 2,165 pour la classe de taille de 126 à 242; 1,111 pour la taille comprise entre 88 et 125 mm. Mais il est noté que le coefficient global obtenu pour les 411 poissons capturés est de 1, 728 (tableau 7).

La méthode de classification basée sur le MFI% cumulé, de Rocecchi et Nouaze (1987), a permis d’identifier les classes de proie suivantes : pour la saison pluvieuse (tableau 10), 24 proies ont été identifiées parmi lesquelles les proies préférentielles sont constituées des genres : Mougeotia (Chlorophyta), Peridinium (Pyrrophyta) et la proie secondaire à cette période est le Cosmarium (Chlorophyta) ; pour la saison sèche (tableau 9), 35 proies ont été identifiées parmi lesquelles les proies préférentielles sont Peridinium, Mougeotia et les œufs d’helminthes ; les proies secondaires sont essentiellement Cymbella (Chromophyta) et Cosmarium (Chlorophyta).

Quant à la classification des proies en fonction des classes de taille, les proies préférentielles de la plage 88

L’analyse globale des intestins et des estomacs des 411 S. galilaeus capturés a montré que sur les 37 proies recensées (tableau 8), les genres Peridinium, Mougeotia et les œufs d’helminthes se classent comme proies préférentielles, les genres Cymbella, Cosmarium, Navicula et Melosira et Microcystis sont identifiés comme proies secondaires. Les autres proies sont classées comme proies accessoires.

Pour comparer le régime planctonophage entre les classes de taille ainsi que celui entre les saisons, leur coefficient de corrélation a été recherché à partir des applications multivariées du logiciel STATISTICA (version 7.1).

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La régression du régime planctonophage entre la saison sèche et la saison pluvieuse a enregistré un coefficient de corrélation r = 0.889 (figure 29). La regression utilisée pour comparer le régime planctonophage entre les classes de taille (figure 30) a donné un coefficient de corrélation de r=0.957 entre les deux classes.

La planche 2 indique en visuelle par microphotographies les proies préférentielles et secondaires consommées par S.galilaeus. Elles ont été prises à l’aide du logiciel AxioVision SE64 Rel 4.8 incorporé dans le microscope optique Primo star utilisé.

Les genres d’algues productrices de toxines recensées dans le lac de barrage de Ziga sont consommés à 66,67% par S. galilaeus (tableau 13).

Les algues productrices de goûts et d’odeurs ont été consommées à 69, 23% (tableau 14). Les algues colmatrices de filtres recensées sont consommées par S.galilaeus à 90,91% (tableau 15) .

Tableau 7: Caractérisation du coefficient de vacuité des estomacs et intestins de Sarotherodon galilaeus du lac de barrage de Ziga

Taille Taille Total S. S. galilaeus S. galilaeus S.galilaeus S.galilaeus galilaeus capturé en saison capturé en saison 88

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Tableau 8: Régime planctonophage de Sarotherodon galilaeus du lac de barrage de Ziga, indices et classement des proies : Fi%, Ni%, Pi%, Si%, MFI% et MFI% cumulé

MFi% Proies Fi% Ni% Pi% Mfi% Cumulé Régime

Peridinium 48,7437 9,9385 27,4050 25,8453 25,8453 Préférentiel

Mougeotia 18,0905 3,6885 47,6912 20,7707 46,6161 Préférentiel

Œufs d’helminthes 25,3769 5,1742 12,4655 12,5771 59,1932 Préférentiel

Cymbella 74,3719 15,1639 2,4420 9,5298 68,7230 Secondaire

Cosmrium 52,2613 10,6557 3,0631 8,9470 77,6700 Secondaire

Navicula 51,7588 10,5533 0,2649 2,6185 80,2885 Secondaire

Melosira 47,2362 9,6311 0,2670 2,5115 82,8000 Secondaire

Microcystis 22,6131 4,6107 0,3969 2,1185 84,9185 Secondaire

Synedra 49,4975 10,0922 0,1534 1,9488 86,8674 Accessoire

Tribonema 20,1005 4,0984 0,3777 1,9484 88,8157 Accessoire

Sphaerocystis 7,5377 1,5369 0,6772 1,5977 90,4134 Accessoire

Nostoc 2,5126 0,5123 1,5562 1,3983 91,8117 Accessoire

Euastrum 9,2965 1,8955 0,2652 1,1104 92,9221 Accessoire

Xanthidium 3,2663 0,6660 0,5456 0,9440 93,8662 Accessoire

Pinnularia 5,2764 1,0758 0,3045 0,8963 94,7625 Accessoire

Eudorina 11,3065 2,3053 0,1391 0,8868 95,6492 Accessoire

Gyrosygma 7,0352 1,4344 0,1575 0,7444 96,3936 Accessoire

Ulothrix 2,0101 0,4098 0,5049 0,7124 97,1060 Accessoire

Closterium 1,7588 0,3586 0,5009 0,6637 97,7697 Accessoire

Volvox 6,5327 1,3320 0,1200 0,6262 98,3958 Accessoire

Epithenia 0,7538 0,1537 0,4335 0,4042 98,8001 Accessoire

Gymnodinium 1,7588 0,3586 0,1578 0,3726 99,1726 Accessoire

Trachelomonas 3,0151 0,6148 0,0529 0,2823 99,4549 Accessoire

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Nitzschia 5,0251 1,0246 0,0047 0,1084 99,5633 Accessoire

Staurastrum 1,5075 0,3074 0,0146 0,1050 99,6683 Accessoire

Coelastrum 1,0050 0,2049 0,0074 0,0610 99,7293 Accessoire

Sphaeroplea 0,2513 0,0512 0,0186 0,0484 99,7776 Accessoire

Chroococcus 2,5126 0,5123 0,0012 0,0387 99,8163 Accessoire

Pseudanabaena 1,5075 0,3074 0,0019 0,0383 99,8546 Accessoire

Diatoma 2,7638 0,5635 0,0009 0,0355 99,8901 Accessoire

Oedogonium 0,5025 0,1025 0,0038 0,0309 99,9210 Accessoire

Surirella 0,7538 0,1537 0,0019 0,0270 99,9480 Accessoire

Scenedesmus 0,7538 0,1537 0,0006 0,0149 99,9629 Accessoire

Phacus 0,2513 0,0512 0,0011 0,0120 99,9749 Accessoire

Eunotia 0,7538 0,1537 0,0003 0,0098 99,9847 Accessoire

Tetracyclus 0,2513 0,0512 0,0007 0,0092 99,9938 Accessoire

Spirulina 0,502513 0,102459 0,00015163 0,00617264 100 Accessoire

Tableau 9: Indice et classement des proies du régime planctonophage de Sarotherodon galilaeus en fonction de la saison sèche : Fi%, Ni%, Pi%, Si%, MFI% et MFI% cumulé

MFi% Proies Fi% Ni% Pi% MFi % Cumulé Régime Peridinium 47,9042 9,3294 34,1449 27,1329 27,1329 Préférentiel Mougeotia 17,9641 3,4985 36,4858 17,1755 44,3084 Préférentiel Œufs d'helminthes 28,4431 5,5394 16,7242 14,6321 58,9405 Préférentiel Cymbella 76,6467 14,9271 3,1258 10,3842 69,3247 Secondaire Cosmrium 53,8922 10,4956 3,0841 8,6492 77,9739 Secondaire Melosira 53,5928 10,4373 0,3617 2,9537 80,9275 Accessoire Navicula 55,9880 10,9038 0,3347 2,9044 83,8319 Accessoire Synedra 52,9940 10,3207 0,2011 2,1900 86,0219 Accessoire Tribonema 20,6587 4,0233 0,4053 1,9412 87,9632 Accessoire Sphaerocystis 8,6826 1,6910 0,8864 1,8612 89,8243 Accessoire Microcystis 23,3533 4,5481 0,2977 1,7691 91,5934 Accessoire Euastrum 10,4790 2,0408 0,3361 1,2591 92,8525 Accessoire Xanthidium 3,5928 0,6997 0,5856 0,9732 93,8256 Accessoire Pinnularia 5,3892 1,0496 0,3502 0,9216 94,7472 Accessoire

122

Eudorina 11,6766 2,2741 0,1565 0,9070 95,6542 Accessoire Ulothrix 2,3952 0,4665 0,6967 0,8666 96,5209 Accessoire Gyrosygma 7,7844 1,5160 0,2073 0,8523 97,3731 Accessoire Closterium 1,4970 0,2915 0,6517 0,6626 98,0358 Accessoire Epithenia 0,8982 0,1749 0,5982 0,4918 98,5275 Accessoire Gymnodinium 2,0958 0,4082 0,2178 0,4532 98,9808 Accessoire Tracholomonas 2,9940 0,5831 0,0682 0,3032 99,2840 Accessoire Staurastrum 1,7964 0,3499 0,0202 0,1277 99,4117 Accessoire Nitzschia 5,6886 1,1079 0,0064 0,1276 99,5393 Accessoire Volvox 4,4910 0,8746 0,0050 0,1007 99,6400 Accessoire Coelastrum 1,1976 0,2332 0,0102 0,0742 99,7142 Accessoire Sphaeroplea 0,2994 0,0583 0,0257 0,0588 99,7730 Accessoire PseudPseudanabaena 1,7964 0,3499 0,0027 0,0466 99,8196 Accessoire Diatoma 3,2934 0,6414 0,0013 0,0432 99,8628 Accessoire Chroococcus 2,3952 0,4665 0,0014 0,0386 99,9014 Accessoire Surirella 0,8982 0,1749 0,0027 0,0329 99,9342 Accessoire Scenedesmus 0,8982 0,1749 0,0008 0,0181 99,9523 Accessoire Phacus 0,2994 0,0583 0,0016 0,0146 99,9669 Accessoire Eunotia 0,8982 0,1749 0,0004 0,0119 99,9788 Accessoire Tetracyclus 0,2994 0,0583 0,0009 0,0111 99,9899 Accessoire Oedogonium 0,2994 0,0583 0,0008 0,0101 100,0000 Accessoire

Tableau 10: Indice et classement des proies du régime planctonophage de Sarotherodon galilaeus en fonction de la saison pluvieuse : Fi%, Ni%, Pi%, Si%, MFI% et MFI% cumulé

MFi% Proies Fi% Ni% Pi% MFi% Cumulé Régime Mougeotia 17,3913 5,0633 77,1096 35,1141 35,1141 Préférentiel peridinium 49,2754 14,3460 9,6583 20,9183 56,0324 Préférentiel Cosmarium 40,5797 11,8143 3,0050 10,5886 66,6210 Secondaire Nostoc sp 14,4928 4,2194 5,6464 8,6741 75,2951 Accessoire Cymbella 57,9710 16,8776 0,7221 6,2039 81,4990 Accessoire Microcystis 17,3913 5,0633 0,6573 3,2419 84,7408 Accessoire Œufs d'helminthes 8,6957 2,5316 1,2564 3,1694 87,9102 Accessoire Volvox 15,9420 4,6414 0,4223 2,4880 90,3982 Accessoire Tribonema 15,9420 4,6414 0,3047 2,1134 92,5116 Accessoire Navicula 27,5362 8,0169 0,0811 1,4327 93,9444 Accessoire Synedra 28,9855 8,4388 0,0405 1,0391 94,9834 Accessoire Eudorina 8,6957 2,5316 0,0931 0,8627 95,8461 Accessoire Pinnularia 4,3478 1,2658 0,1841 0,8580 96,7041 Accessoire Xanthidium 1,4493 0,4219 0,4400 0,7657 97,4698 Accessoire Closterium 2,8986 0,8439 0,1039 0,5261 97,9958 Accessoire

123

Melosira 13,0435 3,7975 0,0180 0,4640 98,4598 Accessoire Euastrum 2,8986 0,8439 0,0786 0,4576 98,9174 Accessoire Sphaerocystis 1,4493 0,4219 0,1266 0,4107 99,3281 Accessoire Gyrosigma 2,8986 0,8439 0,0264 0,2651 99,5933 Accessoire Trachelomonas 2,8986 0,8439 0,0124 0,1816 99,7749 Accessoire Oedogonium 1,4493 0,4219 0,0118 0,1256 99,9004 Accessoire Chroococcus 2,8986 0,8439 0,0007 0,0429 99,9433 Accessoire Spirulina 2,8986 0,8439 0,0006 0,0383 99,9816 Accessoire Nitzschia 1,4493 0,4219 0,0003 0,0184 100,0000 Accessoire

Tableau 11: Indice et classement des proies du régime planctonophage de Sarotherodon galilaeus en fonction de la taille de 88 à 125 mm : Fi%, Ni%, Pi%, Si%, MFI% et MFI% cumulé

Proies Fi% Ni% Pi% MFi% MFi% cumulé Régime Mougeotia 21,0526 4,0268 42,5330 20,3820 20,3820 Préférentiel peridinium 37,4269 7,1588 22,6730 19,8416 40,2236 Préférentiel Œufs d'helminthes 23,9766 4,5861 20,3941 15,0618 55,2854 Préférentiel Cymbella 75,4386 14,4295 3,1062 10,4266 65,7120 Secondaire Cosmarium 60,8187 11,6331 3,4352 9,8452 75,5571 Secondaire Navicula 59,6491 11,4094 0,3552 3,1352 78,6923 Secondaire Melosira 49,1228 9,3960 0,3217 2,7076 81,4000 Secondaire Synedra 59,0643 11,2975 0,2216 2,4640 83,8639 Secondaire Tribonema 24,5614 4,6980 0,5264 2,4492 86,3131 Secondaire Microcystis 20,4678 3,9150 0,3564 1,8397 88,1528 Secondaire Sphaerocystis 9,9415 1,9016 0,5482 1,5901 89,7428 Accessoire Xanthidium 5,8480 1,1186 0,9056 1,5675 91,3103 Accessoire Euastrum 12,2807 2,3490 0,3567 1,4256 92,7359 Accessoire Ulothrix 2,3392 0,4474 0,9947 1,0390 93,7749 Accessoire Eudorina 13,4503 2,5727 0,1543 0,9813 94,7562 Accessoire Gyrosigma 10,5263 2,0134 0,1916 0,9673 95,7235 Accessoire Pinnularia 5,2632 1,0067 0,3746 0,9563 96,6799 Accessoire Nostoc 2,3392 0,4474 0,8347 0,9517 97,6316 Accessoire Epithenia 1,1696 0,2237 1,0690 0,7616 98,3932 Accessoire Closterium 1,7544 0,3356 0,4904 0,6318 99,0250 Accessoire Staurastrum 2,9240 0,5593 0,0337 0,2138 99,2388 Accessoire Gymnodinium 1,1696 0,2237 0,0612 0,1822 99,4210 Accessoire Nitzschia 6,4327 1,2304 0,0040 0,1099 99,5309 Accessoire Trachelomonas 0,5848 0,1119 0,0289 0,0885 99,6195 Accessoire Coelastrum 1,1696 0,2237 0,0139 0,0867 99,7062 Accessoire Volvox 2,3392 0,4474 0,0020 0,0470 99,7533 Accessoire Surirella 1,1696 0,2237 0,0040 0,0464 99,7997 Accessoire Chroococcus 2,3392 0,4474 0,0019 0,0452 99,8449 Accessoire

124

Scenedesmus 1,7544 0,3356 0,0015 0,0354 99,8803 Accessoire Diatoma 2,3392 0,4474 0,0009 0,0314 99,9117 Accessoire Phacus 0,5848 0,1119 0,0030 0,0286 99,9403 Accessoire anabeana 1,7544 0,3356 0,0008 0,0250 99,9653 Accessoire Oedogonium 0,5848 0,1119 0,0014 0,0197 99,9850 Accessoire Eunotia 0,5848 0,1119 0,0003 0,0095 99,9946 Accessoire Spirulina 0,5848 0,1119 0,0001 0,0054 100,0000 Accessoire

Tableau 12: Indice et classement des proies du régime planctonophage de Sarotherodon galilaeus en fonction de la taille de 126 à 242 mm, basé sur l’abondance relative : Fi%, Ni%, Pi%, Si%, MFI% et MFI% cumulé

Mfi% Proies Fi% Ni% Pi% MFI% cumulé Régime Peridinium 57,5221 12,2642 30,2867 30,5724 30,5724 Préférentiel Mougeotia 15,9292 3,3962 50,8260 20,8414 51,4137 Préférentiel Œufs d’helminthes 26,5487 5,6604 7,6164 10,4155 61,8293 Secondaire Cymbella 73,8938 15,7547 2,0709 9,0609 70,8901 Secondaire Cosmrium 46,0177 9,8113 2,8347 8,3656 79,2558 Secondaire Melosira 46,0177 9,8113 0,2335 2,4012 81,6570 Secondaire Microcystis 24,3363 5,1887 0,4215 2,3459 84,0030 Secondaire Navicula 46,0177 9,8113 0,2097 2,2751 86,2781 Accessoire Nostoc 2,6549 0,5660 1,9965 1,6863 87,9644 Accessoire Tribonema 16,8142 3,5849 0,2867 1,6081 89,5725 Accessoire Synedra 42,4779 9,0566 0,1118 1,5960 91,1685 Accessoire Sphaerocystis 5,7522 1,2264 0,7558 1,5273 92,6958 Accessoire Volvox 9,7345 2,0755 0,1921 1,0016 93,6974 Accessoire Euastrum 7,0796 1,5094 0,2092 0,8915 94,5889 Accessoire Pinnularia 5,3097 1,1321 0,2616 0,8632 95,4521 Accessoire Eudorina 9,7345 2,0755 0,1297 0,8231 96,2752 Accessoire Closterium 1,7699 0,3774 0,5071 0,6939 96,9691 Accessoire Gyrosygma 5,3097 1,1321 0,1366 0,6238 97,5929 Accessoire Gymnodinium 2,2124 0,4717 0,2168 0,5073 98,1002 Accessoire Xanthidium 1,3274 0,2830 0,3255 0,4815 98,5816 Accessoire Ulothrix 1,7699 0,3774 0,2054 0,4416 99,0232 Accessoire Trachelomonas 4,8673 1,0377 0,0675 0,4198 99,4430 Accessoire Nitzschia 3,9823 0,8491 0,0051 0,1040 99,5470 Accessoire Epithenia 0,4425 0,0943 0,0450 0,1034 99,6504 Accessoire Sphaeroplea 0,4425 0,0943 0,0300 0,0844 99,7348 Accessoire anabeana 1,3274 0,2830 0,0027 0,0436 99,7783 Accessoire Coelastrum 0,8850 0,1887 0,0035 0,0405 99,8188 Accessoire Diatoma 3,0973 0,6604 0,0009 0,0390 99,8578 Accessoire Oedogonium 0,4425 0,0943 0,0053 0,0353 99,8931 Accessoire

125

Chroococcus 2,6549 0,5660 0,0008 0,0330 99,9261 Accessoire Staurastrum 0,4425 0,0943 0,0029 0,0264 99,9525 Accessoire Tetracyclus 0,4425 0,0943 0,0011 0,0160 99,9685 Accessoire Surirella 0,4425 0,0943 0,0007 0,0128 99,9814 Accessoire Eunotia 0,8850 0,1887 0,0002 0,0099 99,9912 Accessoire Spirulina 0,4425 0,0943 0,0003 0,0088 100,0000 Accessoire

126

60,000

51,932

50,000

40,000

30,000 26,327

20,000

10,304 10,000 6,131 5,204

0,103 0,000 Chlorophyta Chromophyta Cyanophyta Pyrrophyta Euglenophyta Œuf d'ascaris

Figure 28 : Représentation des différents embranchements algaux et les œufs d’ascaris identifiés dans les estomacs et intestins de Sarotherodon galilaeus du lac de barrage de Ziga, Burkina Faso

127

Figure 29 : Coefficient de corrélation des proies ingérées par Sarotherodon galilaeus en saison sèche et en saison pluvieuse, basé sur l’abondance relative.

128

Figure 30 : Coefficient de corrélation des proies ingérées par Sarotherodon galilaeus en fonction de la plage de taille (88

129

5.3.1. Coefficient intestinal de Sarotherodon galilaeus

La longueur des intestins et celle des poissons d’un sous échantillon de 40 individus ont été soigneusement mesurées. Ces organes sont les principaux segments de transit du bol alimentaire qui ont constitué la base du régime planctonophage de S. galilaeus. Le coefficient intestinal (CI) qui est le rapport entre la longueur de l’intestin (Li) et la longueur stard du poisson, a été mesuré et varie entre 4,39 et 11,65. Sur la base des données recueillies dans la littérature, le coefficient intestinal permet de déterminer la gilde trophique (Paugy, 1994) de S. galilaeus. L’analyse par regression linéaire entre la longueur de l’intestin et la longueur standard des poissons donne un coefficient de corrélation r=0.7702 (figure 31).

130

Figure 31 : Coefficient de corrélation entre la longueur de l’intestin de Sarotherodon galilaeus et sa longueur standard

131

1a -p: Mougeotia viridis 1b-p: Mougeotia sp 2-s: Cosmarium connatum

3- p: Peridinium cinctum 4-p: oeuf d’helminthes 5-s: Cymbella affinis

6-s: Navicula pergrina 7-s: Melosira granulata 8-s: Microcystis aeruginosa

Planche 2: Proies préférentielles et secondaires de Sarotherodon galilaeus du lac de

barrage de Ziga : P : proies préférentielles, S : proies secondaires.

Photos 4 : Proies préférentielles et secondaires de Sarotherodon galilaeus du lac de barrage de Ziga : 132P : proies préférentielles, S : proies secondaires.

Tableau 13: Relation entre Sarotherodon galilaeus et proies productrices de toxines

Agents de lutte biologique Analyses quantitatives

Bio- Sarotherodon galilaeus Bio agresseurs Bio agresseurs Bio agresseurs agresseurs décrits par la observés dans le lac de identifiés dans littérature barrage de Ziga l’analyse des intestins et estomacs Genres Genres Embranchement d’algue Nostoc: Accessoire Cyanophyta Nombre Nombre Nombre Pourcentage producteurs de toxines Chroococcus: Accessoire Cyanophyta 8 6 4 66,67% Pseudanabaena: Accessoire Cyanophyta

Microcystis: Secondaire Cyanonophyta

133

Tableau 14: Relation entre Sarotherodon galilaeus et proies productrices de Goûts et d’odeurs

Agents de lutte biologique Analyses quantitatives

Bio-agresseur Sarotherodon galilaeus (prédateur) Bio agresseurs Bio agresseurs Bio agresseurs identifiés

décrits par la observés dans le dans l’analyse des intestins littérature lac de barrage de et estomacs Ziga

Producteurs Genres (proies) Embranchement. Nombre Nombre Nombre Pourcentage de goûts et d’odeurs Peridinium : Préférentiel Pyrrophyta 40 13 9 69,23% Cosmarium : sécondaire Chlorophyta

Synedra : Seccondaire Chromophyta Melosira : Seccodaire Chromophyta Pseudanabaena : Accessoire Cyanophyta Microcystis : Seccessoire Cyanophyta Scenedesmus : Accessoire Chlorophyta Closterium : Accessoire Chlorophyta

Volvox : Accessoire Chlorophyta

134

Tableau 15 : Relation entre Sarotherodon galilaeus et proies colmatrices de filtres

Agents de lutte biologique Analyses quantitatives

Bio- Sarotherodon galilaeus (prédateur) Bio agresseurs Bio agresseurs Bio agresseurs identifiés agresseurs décrits par la observés dans lac de dans l’analyse des littérature barrage de Ziga intestins et estomacs Genres Genres (proies) Embranchement Nombre Nombre Nombre Pourcentage d’algue colmateurs Peridinium: Preferential Chromophyta 20 11 10 90,91% de filtre Cymbella: Secondaire Chromophyta

Synedra: Secondaire Chromophyta Navicula: Secondaire Chromophyta Diatoma: Accessoire Chromophyta Trachelomonas: Accessoire Euglenophyta Microcystis Secondaire Cyanophyta Pseudanabaena: Accessoire Cyanophyta Closterium : Accessoire Chlorophyta Melosira : Secondaire Chromophyta

135

5.4. Discussion

Le coefficient intestinal (4,39-11,65) des poissons capturés indique que S. galilaeus appartient à la classe des poissons de niveaux trophiques microphytophages/macrophages/limivores. En effet, ce coefficient intestinal corrobore les travaux de Paugy (1994) qui indiquent que le coefficient intestinal des microphages/ macrophages couvrent une plage allant de 1, 83 à 7,00.

La longueur de l’intestin de S. galilaeus est 11,6 fois supérieure à la longueur standard. Cette taille de l’intestin de S. galilaeus corrobore les travaux de Paugy (1994) qui indiquent que les espèces périphytonophages ont un intestin au moins dix fois plus long que la longueur standard. Nos travaux sont également en adéquation avec ceux de Lagler et al.,(1962) qui ont montré que les herbivores ont un intestin plus long que les carnivores car la digestion est plus longue pour les proies d’origine végétale et plus courte chez celle d’origine animale.

Sur la base des coefficients intestinaux, l’auteur regroupe les espèces en trois grands niveaux trophiques : les herbivores ont une longueur intestinale au moins deux à huit fois supérieure à la taille standard de l’espèce; les limivores ou périphytophages strictes ont une longueur intestinale au moins dix fois supérieure à la longueur standard et toutes les autres espèces ont une longueur intestinale moins de trois fois la longueur intestinale.

Au regard de ces travaux, il apparaît que S. galilaeus est microphage mais se situerait aussi à la lisière des limivores. En effet, Johnson (1974) a montré dans ses travaux que S. galilaeus est un microphage dont les algues forment la partie prépondérante de son régime alimentaire mais se nourrit aussi, très peu de végétaux supérieurs. Ce régime permet de considerer S. galilaeus comme un poisson micro/macrophage et parfois limivore.

Les travaux de Lausanne et Itlis (1975) ont montré que S.galilaeus est un filtreur qui sélectionne les algues au sein de son régime. L’analyse au microscope des 411 intestins et estomacs de S. galilaeus, corrobore étroitement les travaux de ces auteurs.

En effet, nous avons identifié dans le régime planctonophage de S. galilaeus, 36 genres d’algue (tableau 8).

136

Parmi ces proies identifiées : deux genres d’algue sont seulement préférentiels (Peridinium et Mougeotia), cinq sont secondaires (Cymbella, Cosmrium, Navicula, Melosira et Microcystis) et les autres constituent les proies accessoires. Ces résultats montrent que S. galilaeus est très sélectif même parmi les algues consommées (Lausanne et Iltis, 1975).

Le genre Peridinium de l’embranchement des Pyrrophyta est l’une des proies préférentielles malgré la faible représentation de l’embranchement (10,304%). Les œufs d’helminthes représentent également 5,204% mais constituent des proies préférentielles de l’espèce ; c’est-à-dire des proies dont l’absence dans le milieu de l’espèce perturberait ses fonctions de croissance, de reproduction Berg (1979). Les coefficients de vacuité (tableau 7) très bas de S. galilaeus indiquent son aptitude à rechercher même, pendant les périodes de disette, ses proies préférentielles pour assurer ses fonctions physiologiques et de croissance. Selon El Bakali et al., (2010), les faibles valeurs indicielles de coefficient de vacuité sont un indicateur de la disponibilité des proies ou la fréquence des activités trophiques de l’espèce. Dans le cas présent, la faible vacuité indique la fréquence des activités trophiques de S. galilaeus.

C’est ainsi qu’on retrouve dans les intestins et estomacs de celui-ci, des œufs d’helminthes, classés parmi les proies préférentielles, alors que ces œufs représentent seulement 5,204% des groupes constitutifs des proies (figure 28).

Ces proies de rivage pelliculaires, que nous avons rencontrées dans le régime alimentaire, corroborent les travaux de Johnson (1974). En effet, cet auteur indique que ce poisson bien qu’excellent filtreur peut aussi se nourrir au dépend de la pellicule détritique du fond ou brouter la couverture biologique des substrats durs.

Dans le but de déterminer la stabilité du régime planctonophage de S. galilaeus, l’échelle de classement (MFI% cumulé) de Rosecchi et Nouaze (1987) a été appliquée à son régime en fonction des saisons (saisons sèche et pluvieuse) et de la taille (juvénile et adulte) des poissons capturés (tableaux 9, 10,11 et 12).

Une régression du régime de la saison sèche et de la saison pluvieuse et une autre appliquée sur la variation des tailles assorties de coefficients de corrélation, ont permis d’étayer l’hypothèse pour laquelle S. galilaeus ne variait pas son régime en fonction du temps et de la taille (figures 29 et 30).

137

En effet, le tableau 9 met en relief 35 proies consommées par S. galilaeus durant la saison sèche. Parmi ces proies, on dénombre trois genres d’algue préférentiels (Peridinium et Mougeotia) et des œufs d’helminthes. Les genres Cymbella et Cosmarium sont secondaires et les 30 autres proies sont accessoires.

Le tableau 10 du régime de la saison pluvieuse indique 24 genres d’algue consommés par S. galilaeus. On distingue deux proies préférentielles (Mougeotia et Peridinium) et une proie secondaire (Cosmarium). Les 21 autres proies sont accessoires.

La régression de la saison sèche et de la saison pluvieuse effectuée à partir de l’indice d’abondance relative ne montre pas de regroupement de proies par saison. Un fort coefficient de corrélation r= 0,889 (figure 29), montre qu’il existe une parfaite relation entre les proies consommées en saison sèche et celles de la saison pluvieuse par S. galilaeus.

L’expression du tableau 11, est la mise en relief de 35 genres d’algue identifiés dans l’analyse des intestins et estomacs de S. galilaeus de taille comprise dans la plage 88

Les poissons capturés (tableau 12) dont la taille est comprise dans la plage 126

Quant à une variation du régime en fonction de la taille, la figure 30 indique un fort coefficient de corrélation r= 0,957 entre les classes de taille considérées. Ce qui montre qu’il y a un rapport étroit entre les proies consommées quelle que soit la taille de S. galilaeus. Par conséquent, il n’existe pas de discrimination de régime entre les catégories de taille.

L’analyse du régime alimentaire ci-dessous effectuée indique que les algues préférentielles, secondaires et accessoires du poisson sont en majorité, celles nuisibles à la qualité de l’eau (odeurs, goûts, colmatage des filtres) et à la santé humaine (production de toxines).

Les genres d’algues du régime alimentaire de S. galilalaeus comme : peridinium (proie préférentielle), Cosmarium (proie secondaire) Synedra (proie secondaire), Melosira

138

(proie secondaire), Pseudanabaena (proie accessoires), Microcystis (proie accessoires), Scenedesmus (proie accessoires), Closterium (proie accessoire) et Volvox (proie accessoires), sont également décrits par les auteurs : Proulx et al., ( 2010 ) et Lin S. D., (1977) comme proies produisant des goûts et des odeurs dans l’eau potable.

Ces flaveurs organoleptiques conduisent la plus part des consommateurs à rejeter l’eau du robinet (Proulx et al., 2010).

Dans le régime de S. galilaeus, plusieurs genres d’algues ont été retrouvés et selon les travaux de certains auteurs, ces genres de proies produisent des toxines (Duy et al., 2000 ; Carmichael, 2001 ; Leitão et Couté, 2005) qui sont incompatibles à la santé humaine et animale (Carmichael, 1994 ; Lambert et al., 1994; Sivonen et Jones, 1999; Codd et al., 1999 ; Chorus et al., 2000; Su et al., 2004; Carmichael, 1994; Codd et al., 1997; Sivonen et al., 1999, Duy et al., 2000). Ces genres d’algue appartiennent à l’embranchement des Cyanophyta et sont composés essentiellement de : Nostoc (proie accessoire), Microcystis (proie secondaire), Pseudanabaena (proie accessoire) et Chroococcus (proie accessoire).

Certaines proies colmatrices des filtres à sable des stations de traitement d’eau potable (APHA,1985) ont également été retrouvées dans les estomacs et intestins de S. galilaeus. Ce colmatage entraîne des arrêts fréquents des stations pour être nettoyés. Ce nettoyage engendre des coûts supplémentaires à l’entreprise et des boues de vidange dont la gestion impose des règles strictes à observer pour éviter la pollution des écosystèmes (Neya et al., 2017a et 2017b). Il engendre également d’énormes pertes en eau potable. Ces proies observées dans les tableaux 8, 9, 10, 11 et 12 sont constituées essentiellement des genres: Peridinium (proie préférentielle), Cymbella (proie secondaire) Synedra (proie secondaire), Navicula (proie secondaire), Melosira (proie secondaire), Diatoma (proie accessoire), Trachelomonas (proie accessoire), Microcystis (proie secodaire) et Pseudanabaena (proie accessoire).

Il est également judicieux de noter l’importance des œufs d’helminthes qui sont des proies préférentielles de S. galilaeus. Ces œufs d’helminthes (œuf d’ascaris) constituent jusqu’à présent dans les pays en voie de développement un problème de santé publique. Toutefois, ils ne sont pas une contamination de l’espèce car ils sont totalement absents dans les 7 estomacs et intestins vides des 411 poissons capturés.

De l’ensemble des algues nuisibles à la qualité de l’eau et recensées dans le lac de barrage de Ziga, la relation de S. galilaeus avec ces proies ont été les suivantes : les genres

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producteurs de toxines ont été consommés à 66,67% ; les producteurs de goûts et d’odeurs à 69,23% et les genres colmateurs de filtre à sable à 90,91%.

Au regard du fort pourcentage de consommation des proies nuisibles, de la nature des proies (production de toxines, de goûts, d’odeurs et colmatrices de filtres) ingérées, de la catégorie des proies préférentielles et secondaires (Peridinium, Cymbella, Cosmarium, Navicula, Melosira, Synedra Tribonema, Diatoma, Mougeotia, Microcystis, Pseudanabaena, Trachelomonas, œufs d’helminthes), on peut sans nul doute dire que ce poisson a un large spectre d’action sur la prédation des algues et des œufs d’helminthes, nuisibles à la qualité de l’eau, à la santé humaine et animale.

La prédation de Mougeotia comme proie préférentielle, permet l’équilibre de ce genre d’algue. cela évite les efflorescences algales qui en contact avec le chlore utilisé pour la désinfection de l’eau, engendre souvent des Trihalométhanes (THM) et des acides halogénés (AHA) dans l’eau potable (Milot et al., 2000), incompatibles à la santé humaine (Mills et al., 1998 ; Morris et al., 1992 ; Bisson et Gaudreau, 1992).

140

Conclusion

Le travail effectué sur le régime planctonophage de S. galilaeus a permis d’étudier son coefficient intestinal. La longueur relative de ce dernier est 11,6 fois supérieure à la longueur standard permettant de le classer selon la littérature dans la gilde trophique des poissons microphages, macrophages et à la lisière des limivores.

L’analyse des contenus stomacaux et intestinaux a permis de mettre en relief pour la première fois le régime planctonophage de S. galilaeus du lac de barrage de Ziga.

En effet, sur 44 genres d’algue recensés dans le lac de barrage de Ziga, 36 se retrouvent dans les contenus stomacaux et intestinaux analysés. Il a été également démontré que la plupart des proies préférentielles (Peridinium, Mougeotia, Œufs d’helminthes) et secondaires (Microcystis, Cymbella, Cosmrium, Navicula, Melosira, Microcystis, Synedra et tribonema) de S. galilaeus sont des algues colmatrices de filtres, productrices de toxines, de goûts, d’odeurs dans l’eau potable, ou à efflorescences algales à répétition et/ ou nocives à la santé humaine. Toute chose qui milite à l’utilisation de cette espèce pour l’amélioration de la qualité des réservoirs de captage d’eau de surface, exploités à des fins d’eau potable.

Selon les travaux de certains auteurs, les poissons peuvent varier leur régime en fonction de la taille ou des périodes d’abondance des proies. Cette variation de régime alimentaire, constitue un facteur limitant à leur utilisation comme agent de lutte biologique.

La comparaison du régime planctonophage de S. galilaeus par les coefficients de corrélation et du MFI% cumulé, entre les saisons et entre les classes de taille n’a indiqué aucune variation du régime de l’espèce.

Les résultats ont montré sans nul doute que S. galilaeus a un large spectre d’action sur les algues nuisibles et les œufs d’ascaris incompatibles à la santé humaine et par conséquent répond aux critères édictés pour être utilisé comme un agent de lutte biologique.

En effet, les coefficients de vacuité, identifiés chez l’espèce en fonction des saisons et de la taille sont tous bas (tableau 7). Ceux-ci indiquent probablement l’aptitude de l‘espèce à rechercher ses proies dans sa niche écologique même pendant les périodes où certaines de ses proies se font rares dans le lac de barrage de Ziga en l’occurrence pendant la période hivernale.

141

L’importance de cette étude, au regard des résultats, réside à l’utilisation de S. galilaeus dans les maillons de la chaîne de traitement de l’eau potable, une alternative à l’utilisation abusive des algicides pendant les périodes d’efflorescences algales, dont les effets secondaires des sous-produits de la chloration (THM et AHA) selon plusieurs auteurs, sont néfastes sur la santé humaine et animale. La prédation permet également de baisser le développement excessif des algues créant ainsi des poches sans charges algales (barrières naturelles) dans les chambres du continuum, propices au traitement de l’eau.

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6. Planches d’illustration générale des proies secondaires consommées par Oreochromis niloticus et Sarotherodon galilaeus et les algues échantillonnées dans l’eau brute du lac de barrage de Ziga

Cette illustration vient en complément des microphographies des algues préférentielles et secondaires de O. niloticus et de S. galilaeus. Elle permet de repertorier en visuelle l’ensemble du régime planctonophage des deux prédateurs ainsi que les genres d’algues issus des échantillons d’eau brute du lac de barrage de Ziga.

Le but de cette microphographie est de mettre en relief des caractères microscopiques en visuels des genres d’algue repertoriés. Ces caractères permettent de différencier et d’afficher à chaque microphotographie les espèces identifiées et celles dont nous n’avons pas encore pu identifier.

Les microphotographiess ont été regroupées en quatre planches (planches 3, 4, 5 et 6) comprenant trente trois espèces formellement déterminées, vingt cingt algues dont les genres sont connus et trois algues toujours en voie d’identification de concert avec les laboratoires partenaires. Les microphotographies ont été organisées par regroupement pour mieux caractériser les différences et les simulitudes des genres ou des espèces.

Il est important de noter que l’appareil utilisé pour caractériser les genres ou les espèces, exprime les dimensions en pixel toute chose qui ne nous a pas permis d’afficher une échelle sur les photographies. L’échelle aurait pour but de se faire une idée de la taille de chaque individu microphographiée. Le pixel n’étant pas une échelle conventionnelle, nous avons maintenu chaque microphotograhie à sa dimension vue au microscope primo star.

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1. Pinnularia capitatae 2. Closterium venus 3. C. lanceolata

4. Euastrum turgidum 5. Scenedesmus quadricauda 6. Merismopedia elegans

7. Nitzschia sp 8. Surirella capronii 9. S.robusta 10. Pediastrum duplex Planche 3 : Proies secondaires consommées par Oreochromis niloticus, Sarotherodon galilaeus et algues échantillonnées dans l’eau brute du lac de barrage

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11. Phacus longicauda 12.Synedra ulna 13. Epithemia ocellata

14. Chroococcus limneticus 15. C Pandorina spp 16. Oocystis sp

17. Ulothrix tenerrima 18. oedogonium sp thalle femellle 19.Mougeotia sp 20. Indéterminé

21. Chroococcus turgidus 22. Gyrosigma acuminatum 23. Pseudanabaena constricta 24. spirulina sp

Planche 4 : Proies secondaires consommées par Oreochromis niloticus, Sarotherodon galilaeus et algues échantillonnées dans l’eau brute du lac de barrage

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25. Tribonema sp 26. Diatoma sp 27. Rhizoclonium sp fort grossissemnt

28. Cladophora glomerata 29.Peridinium sp 30. Staurastrum sp 31.Staurastrum sp

32. Staurastrum gracile : vue apicale 33.Coelastrum microporum 34. C. reticulatum

35. Xanthidium sp 36. Xanthidium sp 37. Eunotia tauntoniensis 38. E. monodon var. major Planche 5 : Proies secondaires consommées par Oreochromis niloticus, Sarotherodon galilaeus et algues échantillonnées dans l’eau brute du lac de barrage de Ziga

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39. Spharoplea spp 40. Volvox aureus 41. Volvox sp 42. Volvox sp

43. Cosmarium sp 44. Cosmarium sp 45.C. puntulatum 46.Cosmarium sp 47.Cosmarium sp 48.Cosmarium (endivision)

49. Tetracyclus rupestris 50. Oocystis solitaria 51. Gymnodinium sp 52.Gymnodinium sp 53. Gymnodinium sp

54. Indéterminé 55. Indéterminé 56. Synedra spp 57. Synedra spp 58. Indéterminé

59. Algue ? Planche 6 : Proies 60. Algue secondaires ? consommées par Oreohromis 61. Algue niloticus, ? Sarotherodon galilaeus et algues échantillonnées dans l’eau brute du lac de barrage de Ziga

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DISCUSSION GENERALE

L’échantillonnage d’eau effectué sur les points du continuum (figure 2) et sur ceux installés (figure18) pour le suivi d’homogégénéisation du barrge de Ziga a permi, suite à aux analyses qualitatives et quantitatives, d’identifier 44 genres d’algues. Parmi ces genres identifiés, trois catégories d’algues nuisibles ont été identifiés. Il s’agit des genres producteurs de toxines, les colmateurs de filtres et les genres producteurs de goûts et d’odeurs dans l’eau.

Selon Lin S. D. (1977), une quarantaine de genres d’algues, sont recencés dans les eaux et reconus comme des algues productrices de goûts et d’odeurs. Sur cette quarantaine de genres d’algues, treize genres (Synedra, Melosira, Microcystis, Pseudabaena, Lyngbia, Cosmarium, Closterium, Pediastrium, Scenedesmus, Volvox, Pandorina, Peridinium et Cyclotella) sont regulièrement rencontrés dans le lac de barrage de Ziga.

Les travaux de APHA (1985) indiquent une vingtaine de genres d’algue recencés comme algues colmatrices de filtres. Parmi ce nombre, onze genres (Navicula, Trachelomonas, Microcystis, Pseudanabaena, Closterium, Synedra, Melosira, peridinium, Cymbella, Diatoma et Cyclotella) se retrouvent dans le lac de barrage de Ziga. Quant aux genres d’algue producteurs de toxines, huit genres ont été reconnus comme producteurs de toxines potentiellement avérées. Parmi ces huit genres, six (Nostoc, Microcystis, Lyngbya, Pseudanabaena, Merismopedia et Chroococcus) sont repertoriés dans le réservoir de captage d’eau de Ziga.

Ces genres d’algue qui sont présents durant la moitié de l’année dans le réservoir d’eau (tableau 1) de Ziga, impactent négativement la qualité de l’eau et les ouvrages du barrage (photograhie 3).

Ils engendrent également une augmentation du coût de traitement de l’eau par l’augmentation de produits chimiques et la gestion de boue de vidange. Ils induisent des pertes d’eau et du temps à l’opérateur car le colmatage necessite un arrêt fréquent de la production pour le nettoyage des filtres.

La présence des THM et des acides acétiques halogénés (AHA) devient persistante durant la période des efflorescences algales et affecte la qualité de l’eau produite.

148

Au regard de la réduction de la qualité de l’eau produite, des charges finacières induites et de l’impact de l’usage de l’eau affectée sur la santé humaine par les algues, l’utilisation des agents de lute biologique s’avère indispensable.

Les travaux conduits sur le régime alimentaires de O. niloticus et S.galilaleus ont permis d’aboutir à des résultats concluants quant à la capacité des deux espèces à réduire les efflorescences repititives des bio-agresseurs par la prédation. En effet, O. niloticus consomme 90% et S. galilaeus 83,33% des algues nuisibles à la qualité de l’eau identifiées dans le lac de barrage de Ziga.

Les statistiques indiquent que sur six genres d’algues producteurs de toxines recensés dans le réservoir de captage de Ziga, O. niloticus en consomme 100% et S.galilaeus filtre 66,67%. Les algues colmatrices de filtre sont consommées à 90,91% par S. galilaeus et à 81,82% par O. niloticus. Quant aux algues productrices de goûts et d’odeurs, elles sont consommées 66,23 % par S. galilaeus et 92,31% par O. niloticus.

Ces résultats sont en adéquation avec les travaux ménés sur les coefficients intestinaux de O. niloticus et S. galilaeus qui classent les deux prédateurs dans la gilde trophique des microphages. En effet la figure 20 indique que le coefficient intestinal d’O. niloticus (4,76- 9,94) couvre l’intervalle de Paugy (1994) qui est de [1,83 à 7,00] et par conséquent est décrit comme un poisson micro/macrophage.

Le coefficient intestinal (figure 31) de S. galilaeus (3,39 à 11,65) couvre l’intervalle[1,83 à 7,00] décrit par les travaux de Paugy (1994), indiquant que ces poissons appartiennent à la gilde trophique des prédateurs macro/micrphages.

Les résultats obtenus sur les deux poissons indiquent qu’ils sont phytoplanctonophages et que la prédation sur les algues nuisibles est plus avérée au regard des proportions et de la nature des proies préférentielle et secondaire que constitue leur régime.

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CONCLUSION GENERALE

Cette étude a permis d’une part, d’effectuer un diagnostic sur la qualité de l’eau brute à travers l’étude des six chambres de la conduite d’adduction d’eau brute et d’autre part, d’appréhender le régime planctonophage de deux poissons qui peuplent majoritairement le réservoir de captage d’eau brute de Ziga aux fins de leur utilisation comme barrière biologique. Des travaux réalisés, il ressort que les six chambres d’adduction d’eau brute, ont une concentration algale moyenne 27 fois supérieures à l’alerte n°3, fixée par l’OMS qui est de 100 000 cellules par millilitre pour une population à dominance de Cyanophyta. La connaissance de l’environnement de la conduite d’eau brute a permis d’identifier six barrières naturelles en termes de mois sans charges algales permettant le ravitaillement de la station de traitement sans risque de production de toxines de THM et de AHA. L’étude des chambres d’eau brute a permis également de classer la chambre 6 de la station de traitement d’eau brute, comme étant celle la plus polluée du réseau et son existence peut annihiler toutes les mesures inhérentes à l’amélioration de la qualité de l’eau de l’ONEA. L’analyse des échantillons d’eau prélevés au niveau des chambres a permis d’identifier 44 genres d’algue avec une population dominante de Cyanophyta en l’occurrence le genre Microcystis. Ces résultats ont permis d’établir une relation entre le régime alimentaire de O. niloticus, de S.galialeus et les algues nuisibles à la qualité de l’eau.

En effet, les analyses quantitative et qualitative effectuées sur les contenus stomacaux et intestinaux des 437 O. niloticus et des 411 S. galilaeus ont révélé qu’à l’exception du genre Mougeotia toutes les proies préférentielles et secondaires, identifiées sont des genres d’algue colmateurs de filtres, producteurs de toxines, d’odeurs et de goûts et par conséquent nuisibles à la qualité de l’eau et à la santé humaine.

L’étude statistique des coefficients intestinaux de O. niloticus et de S. galilaeus, a montré que ces deux poissons ont un régime planctonophage.

Ils ont un large spectre d’action sur les algues nuisibles à la qualité de l’eau, à la santé humaine et animale. A cet égard, Ils sont par conséquent susceptibles d’être utilisés comme agents de contrôle biologique dans la chaîne de traitement de l’eau.

La régression linéaire du régime alimentaire par saison (saison sèche et saison pluvieuse) des deux prédateurs n’a montré aucun changement de régime. Celle effectuée sur des tailles différentes de chaque spécimen n’a également montré aucun changement

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alimentaire. Il est alors établi que les deux prédateurs ne changent pas de régime planctonophage au cours de leur évolution ni en fonction des périodes de rareté ou d’abondance des proies. Ce caractère alimentaire renforce l’hypothèse pour laquelle les deux prédateurs sont des agents de contrôle biologiques des bio-agresseurs de la qualité de l’eau.

Les œufs d’helminthes (œufs d’ascaris) également identifiés comme proies préférentielles chez O. niloticus et secondaires chez S. galilaeus sont difficiles à éliminer avec les méthodes conventionnelles utilisées pour la chaîne de traitement de l’eau brute. L’utilisation de ces deux poissons comme agents de contrôle biologique constitue un atout majeur pour éliminer dans la chaîne de traitement de l’eau, ces œufs qui sont dans les pays à hygiène modéré, un problème de santé publique.

Au regard des caractères alimentaires des deux poissons ci-dessus décrits on peut dire que ces agents constituent une importante barrière biologique pour le continuum de l’adduction d’eau potable de Ziga. Mais l’étude menée sur la concentration algale du continuum indique que cette barrière biologique ne pourra être efficace que si des barrières mécaniques sont construites à l’aval de celle-ci à cause des changements biologiques constatés par chambre du continuum. C’est dire que l’ONEA doit adapter son réseau d’adduction d’eau actuel au nouveau phénomène que sont les conséquences de l’eutrophisation sur le continuum d’eau brute. Ceci en prévention aux conséquences des actions anthropiques recrudescentes et aux impacts du changement climatique sur les retenues d’eau exploitées. Il s’agit de la mise en place de deux chambres supplémentaires à l’existant. Une chambre de pré-chloration permettant la lyse cellulaire avant la station de traitement et une chambre à charbon actif dont le rôle est l’absorption des toxines, des goûts et des odeurs. L’action des poissons, conjuguée à celle des deux chambres, constitue des barrières efficaces qui permettront sans nul doute à l’ONEA de lutter efficament contre les bioagresseurs de la qualité de l’eau. La mise en place d’un système de barrage flottant pour lutter contre la corrosion des ouvrages de prises d’eau, causée par les algues et les pollutions accidentelles, constitue également des mesures d’accompagnement de la lutte biologique permettant à l’ONEA d’améliorer la qualité de son eau potable produite. Le charbon de bois est doté d’un important pouvoir absorbant. Son utilisation permanente à l’intérieur des barrages flottants serait un dispositif préventif contre le développement des algues et la production des métabolites nuisibles.

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Des nouvelles barrières physiques (périodes sans charges algales) peuvent être également créées pour optimiser la qualité de l’eau concomitamment avec l’action des poissons planctonophages. Il s’agit de doter les nouveaux barrages à but d’eau potable d’au moins deux prises. Cette méthode permet d’alterner les prises d’eau sur la base de la concentration algale qu’elles contiennent. Les algues sédimentaires sont le plus souvent constituées d’une importante population de Cyanophyta qui remonte vers les prises d’eau quand les conditions deviennent favorables. Ce phénomène naturel qui compromet la qualité de l’eau pendant ces périodes, peut être également enrayé à travers les ouvertures périodiques des vannes de fond au moment des crues et sur la base de la maîtrise de la stratification du plan d’eau du réservoir de captage d’eau.

A ce nouveau schéma d’adduction d’eau brute proposé, des textes règlementaires doivent être pris par les plus hautes autorités pour instituer un service pluridisciplinaire de veille sur les conséquences de l’eutrophisation, un tueur silencieux, méconnu et ignoré, même par les exploitants d’eau les plus avisés.

Nos travaux ont eu pour but de proposer un shema de traitement de l’eau potable. Ce nouveau schéma tient compte dans le maillon d’adduction d’eau potable, de l’interaction entre les composantes des écosystèmes aquatiques en l’occurrence la relation production primaire et consommateurs primaires.

Ce nouveau système permettra à l’ONEA de produire de l’eau de meilleure qualité et de coût moindre.

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REFRERENCES BIBLIOGRAPHIQUES

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REFERENCES WEBOGRAPHIQUES

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170

ANNEXES

Annexe 1 : Liste des articles publiés

Résumé de l’article 1 : Première mise en évidence de l’efficacité prédation de Oreochromis niloticus utilisée pour le contrôle biologique des micro-algues polluant les eaux de boisson du barrage périurbain de Ziga, Burkina Faso

Nous avons, de Février 20 14 à Janvier 20 15 capturé, 437 Oreochromis niloticus dans le lac de barrage de Ziga, exploité à des fins d’eau potable. La taille des spécimens pêchés, varie de 92 à 200 mm. La régression linéaire de l’intestin sur la taille standard de 43 O. niloticus donne une forte corrélation r=0,8790. Le coefficient intestinal de l’ensemble des espèces mesurées, varie de 4.76 à 9.94 rapprochant ainsi O.niloticus des poissons essentiellement phytoplanctonophages.

L’analyse des contenus stomacaux et intestinaux des spécimens indiquent un large spectre d’action sur les algues nuisibles. 41 genres d’algues ont été identifiés et appartenant à cinq embranchements. Les Chlorophyta représentent 48,780 %, les Chromophyta 29,269 %, les Cyanophyta 14,634 %, les Pyrrophyta 4,878 % et les Euglenophyta 2,439 %. Le classement des proies par la méthode MFI% donne comme proies préférentielles Nostoc sp, Melosira sp et Symbella sp. L’analyse des contenus stomacaux ont également révélé d’importants genres d’algues ingérés et incompatibles aux critères attribués à la qualité d’eau potable par l’OMS. Il s’agit de 7 genres d’algues productrices de toxines(Nostoc sp ,Microcystis sp, Anabaena sp, Merismopedia sp, Lyngbya sp, Spirulina sp et Chroococcus sp), de 6 genres d’algues responsables de goûts et des odeurs dans l’eau potable distribuée

(Melosira sp, Microcystis sp, Synedra sp, Anabaena sp, Scenedesmus sp et Lyngbya sp) et de 6 autres genres d’algues responsables du colmatage des filtres des stations de traitement (Melosira sp, Peridinium sp, Synedra sp, Navicula sp, Diatoma sp et Euglena sp). Des œufs d’ascaris classés comme proies secondaires ont été également retrouvés dans les contenus stomacaux et intestinaux d’O. niloticus.

La comparaison de régime phytoplanctonophage entre spécimens capturés en saison sèche (166) et ceux de la saison pluvieuse (271) n’a montré aucune variation. De même, les spécimens de taille différente 92 Ls ≤ 110 푚푚 푒푡 150 ≤ 퐿푠 ≤ 200 푚푚 n’ont également montré aucune variation de régime.

Mots clé :Oreochromis niloticus, lutte biologique, prédation, micro-algues, eau de boisson, , barrage de Ziga, Burkina Faso.

Résumé de l’article 2 : Nouvelle Méthode D’analyse Et De Suivi De L’émergence Des Algues Dans Le Continuum D’adduction D’eau Potable De La Station De Traitement D’eau Brute Du Lac De Barrage De Ziga Au Burkina Faso

Les six chambres de filtration d’eau brute du lac de barrage de Ziga connaissent une diversification de genres d’algues suivies d’importantes concentrations. De janvier 2014 à décembre 2016, nous avons récolté 288 échantillons d’algues dans six chambres du continuum d’adduction d’eau brute de Ziga. Les échantillons sont récoltés deux fois par mois et par chambre du continuum. L’analyse qualitative a révélé 19 différents genres d’algues

III

appartenant à quatre embranchements. Ces genres se répartissent en plusieurs grands groupes de pollueurs d’eau potable : les producteurs de toxines avec un genre (Microcystis), les producteurs des goûts et d’odeurs avec trois genres (Synedra, Melosira et Microcystis), les colmateurs des filtres dont dix genres (Navicula, Synedra, Melosira, Peridinium, Diatoma, Cyclotella), et le groupe non nocif mais participant à la turbidité de l’eau nécessitant une importante utilisation des produits chimiques dont douze genres (Pinnularia, Sphaeroplea, Ulothrix, Eudorina, Eunotia, Nitzschia, Cymbella Tribonema, Rhizoclonium, Mougeotia, Cosmarium et Sphaerocystis). Des oeufs d’helminthes nocifs à la santé humaine ont été également identifiés.

L’analyse quantitative au microscope photonique (Primo star à camera axiocam Roc 5s) a permis, sur la base des groupes d’algues polluantes, de classer les chambres du continuum suivant l’ordre d’infestation: la chambre p6 du continuum est en première position avec 100 % d’oeufs d’helminthes (oeufs d’ascaris), 90,25% d’algues colmatrices de filtres, 12 % d’algues productrices de toxines et 10,25 % d’algues productrices de goûts et d’odeurs ; la chambre p2 occupe la deuxième place avec 34,84% d’algues productrices de toxines, 30,63% d’algues productrices de goûts et d’odeurs et 2,60% d’algues colmatrices de filtres ; la chambre P1 est en troisième position avec 21,59% d’algues productrices de toxine, 15,87% d’algues responsables de goûts et d’odeurs dans l’eau et 3,32% d’algues colmatrices de filtres ; la quatrième position est occupée par la chambre P3 avec 20,56% d’algues productrices d’odeurs et de goûts, 14,06% d’algues productrices de toxines ; la chambre P4 occupe la cinquième place avec 14,13% d’algues productrices d’odeurs et de goûts, 12,07% d’algues productrices de toxines et 2,23% d’algues colmatrices de filtres ; la chambre P5 occupe la dernière place avec 7,96% d’algues productrices d’odeurs et de goût, 5,54 % d’algues productrices de toxines et 1,6% d’algues colmatrices de filtres.

La surveillance a par ailleurs permis de déceler des périodes de l’année sans charges algales dans P2 et P3 permettant de refouler de l’eau de bonne qualité à la station de traitement. Il s’agit des mois de février, mars, avril, mai et décembre pour la chambre P2; les mois de mai, août et décembre pour la chambre P3 et les mois de mai et décembre pour les deux chambres P2 et P3.

Le mois d’août de P3 peut être utilisé à condition d’effectuer une analyse de toxines car elle a une charge de 59 200 cellules /ml de Microcystis et par conséquent, situé à l’alerte niveau 2 de l’Organisation Mondiale de la Santé (OMS) relative aux recommandations sur la qualité requise pour la distribution d’eau potable. L’analyse en composante principale indique

que la présence des toxines, des goûts et des odeurs dans l’eau potable est dépendante de l’émergence des algues dans le continuum et impose la nécessité d’une surveillance continue des polluants d’adduction d’eau brute des stations de traitement.

Mots clé : Filtres, chambres du continuum, surveillance, goût, odeur, toxines, algues colmatrices, eau brute, Ziga, Burkina Faso.

Résumé de l’article 3 : Mise En Evidence De L’efficace Filtration Et Broutage Des Tilapias Sarotherodon Galilaeus Utilisés Pour Le Contrôle Biologique Des Micro-Algues Et Des OEufs D’helminthes Polluant Les Eaux De Boisson Du Lac De Barrage De Ziga, Burkina Faso

La lutte biologique constitue aujourd’hui un maillon important de la chaîne de traitement de l’eau potable au regard des problèmes que génère l’utilisation du chlore et autres produits chimiques pour traiter les toxines, les goûts et les odeurs produits par les algues dans l’eau potable. Pour participer à la résolution de cette problématique, le régime planctonophage de Sarotherodon galilaeus a été mis à contribution. En effet, de Janvier 2014 à février 2015, nous avons capturé 411 espèces de S. galilaeus. L’analyse des intestins et des estomacs des poissons a permis d’identifier 37 proies regroupées en 5 embranchements : les Chromophyta (51,932%) ; les Chlorophyta (26,327%) ; les Pyrrophyta (10,304%) ; les Cyanophyta (6,131%) ; les Euglenophyta (0,103%) et des oeufs d’helminthes nocifs à la santé humaine

représentant 5,204%. De ce régime planctonophage, il ressort que la quasi-totalité des proies préférentielles, secondaires et quelques proies accessoires de l’espèce sont constituées de genres d’algue nuisibles à la qualité de l’eau (odeurs, goût, colmatage des filtres) et à la santé humaine (production de toxines). En effet l’examen du régime de S. galilaeus a permis de regrouper les proies en fonction des cibles affectées. Les proies productrices de goûts et d’odeur dans l’eau sont constituées de: Peridinium (proie préférentielle), Cosmarium (proie secondaire) Synedra (proie secondaire), Melosira (proie secondaire), Anabeana (proie accessoires), Microcystis (proie secondaires), Scenedesmus (proie accessoires) et Volvox (proie accessoires). Les proies colmatrices de filtres sont composées de: Peridinium (proie préférentielle), Cymbella (proie secondaire) Synedra (proie secondaire), Navicula (proie secondaire), Melosira (proie secondaire), Diatoma (proie accessoire), Tracholomonas (proie accessoire), Microcystis (proie secondaire) et Anabeana (proie accessoire). Les proies productrices de toxines comprennent les genres ci- après : Nostoc (proie accessoire), Microcystis (proie secondaire), Anabeana (proie accessoire) et Chroococcus sp (proie accessoire). Des proies très nocives à la santé humaine comme les oeufs d’ascaris ont été également identifiés comme proie préférentielles chez l’espèce. L’analyse du régime planctonophage de S. galilaeus à partir du MFI% cumulé, couplé aux régressions entre les proies prises en saison sèche et en saison pluvieuse et celles ingérées entre les classes de taille (88

Mots clé: filtrage, broutage, odeurs, goûts, toxines, colmatage.

Annexe 2 : Liste des articles soumis à examen

Résumé de l’article 1 : Analyse du broutage et du filtrage des micro algues bio-agresseurs de la qualité de l’eau par Tilapia zillii dans le lac de barrage de ziga, Burkina Faso

De février 2014 à Janvier 2015, nous avons récolté dans onze points installés tout au long du barrage de Ziga 205 poissons de Tilapia zillii.

Ces poissons ont été éviscérés et les contenus stomacaux et intestinaux ont été mis en conservation dans des piluliers de 50 ml.

Pour éviter la détérioration du matériel biologique (les algues et les œufs d’helminthes), le contenu stomacal a été conservé à 5% de formaldéhyde.

L’analyse au microscope optique Primo star a permis de mettre en relief dans le régime de T. zillii et ce par ordre d’importance numérique, les Chromophyta (76,50%), les Chlorophyta (12,43%), les Cyanophyta (4,67%), les œufs d’helminthes (4,27%), les Pyrrophyta (1,20%) et les Euglenophyta (0,94%).

Le rapport entre la longueur de l’intestin et la taille standard de T. zillii est de 0,7595 indiquant que ce poisson est un phytophage filtreur.

Les limites inférieures et supérieures du coefficient intestinal de T. zillii, se trouvent dans la plage de 5,1 à 7,4 confirmant la position de ce poisson dans le niveau trophique des poissons phytophages.

L’analyse statistique par la méthode de Rosecchi et Nouaze, a permis d’identifier deux genres d’algue préférentiels en l’occurrence Melosira et Cymbela .

des œufs d’helminthes ont été également identifiés comme proies préférentielles.

Trois genres d’algues ont été recensés comme proies secondaires à savoir, Cosmarium, Nostoc et Tribonema.

28 autres genres d’algue ont été identifiés comme proies accessoires.

Une analyse en composante principale (ACP) indique un coefficient de corrélation ® de 0,7595 entre le régime phytophage de la saison sèche et de la saison pluvieuse de T. zillii. La même analyse appliquée à la tranche de taille (85

VII

Ces deux coefficients montrent que le régime phytophage de T. zillii ne change pas en fonction des saisons et de la taille du poisson contrairement à beaucoup de poissons reconnus pour le changement ontogénétique de leur regime.

Sur le plan de l’amélioration de la qualité du traitement de l’eau, les algues comme Nostocs sp consommées par T. zilli secrètent des toxines dans l’eau incompatibles à la santé humaine et animale voire à l’écosystème aquatique. Les genres Cosmarium détériorent la qualité de l’eau par la production d’odeurs et de goûts. Les genres Cymbella sont des algues colmatrices de filtres des stations de traitement augmentant la quantité de produits chimiques utilisée dans la chaîne de traitement. Le genre Melosira joue un rôle de colmateur de filtres et producteur d’odeurs et de goût dans l’eau potable. Les œufs d’helminthes ne peuvent pas être traités par le chlore. Ils constituent cependant des proies préférentielles chez T. zillii. Ce poisson peut être utilisé pour éliminer les œufs d’helminthes qui détériorent la qualité de l’eau et qui sont insensibles aux traitements chimiques.

Au regard des caractéristiques du régime, ce poisson constitue un maillon important dans la chaîne de traitement de l’eau potable pour les réservoirs de captage d’eau à ciel ouvert.

Mots clé : Tilapia zillii, bio-agresseur, agent de lutte biologique, qualité de l’eau

Résumé de l’article 2 : Bloom algal en plan d’eau soudano-sahelienne : cause, effets, traitement de la qualite de l’eau de boisson

Le bloom algal ou efflorescence algale est un développement relativement spontané de la concentration d’une ou de plusieurs espèces d’algues dans un système aquatique.

Il se manifeste par une coloration causée par les pigments photosynthétiques des cellules dominantes.

En milieu aquatique un bloom algal intervient quand les conditions d’eutrophisation sont réunies : un développement important de nutriment comme le phosphore et l’azote ; des facteurs physico chimiques comme l’éclairement, la température et le pH.

Un bloom algal a des conséquences néfastes sur la qualité de l’eau, la santé humaine et animale quand le réservoir de captage est à vocation d’eau potable ou hydro-pastorale.

En effet, selon la composition des espèces d’algues du bloom, il résulte une importante turbidité de l’eau augmentant le coût de traitement de celle-ci ; une production d’odeurs nauséabondes et de toxines incompatibles à l’usage de l’eau.

VIII

L’expérience décrite traduit une situation réelle qui a été solutionnée et qui peut être un exemple d’inspiration pour des situations semblables en retenues d’eau hydro-agricole ou de production d’eau potable.

En effet, du 16 au 27 Novembre, un lac de barrage à ciel ouvert au Burkina Faso, a connu un phénomène de bloom algal (efflorescence algale) avec pour conséquences, le phénomène décrit ci-dessus.

Suite à l’analyse qualitative et quantitative des eaux eutrophes au microscope optique, trois espèces d’algues composant le bloom, ont été identifiées. Microcystis aeruginosa (50%), Microcystis wesenbergii (33,33%) et Anabeana sp (16,67%). Ces trois genres d’algues appartiennent tous à l’embranchement des Cyanophyta.

L’impact de ces genres sur la qualité de l’eau s’est constaté par des odeurs sulfureux, de moisissure, de pourriture, de terre mouillée, d’herbe fraîchement coupée et de fosses septiques dus, selon la littérature, à la présence des genre Microcystis et Anabeana.

Au regard de l’importance de la pollution, un traitement au charbon de bois a été appliqué à la source.

Ce traitement a consisté a installé un barrage flottant circulaire en paille d’Andropogon gayanus autour des prises d’eau.

A l’intérieur de ce barrage flottant de 5,64 mètres de rayon, sont déversés 25 kg de charbon de bois par m2.

Ce charbon est renouvelé une fois tous les 5 jours.

Les facteurs physico chimiques pH, O2 , conductivité et température, relevés au quatrième jour après introduction de charbon de bois à 20 cm de la surface de l’eau était successivement de 6.5, 7.5 mg/l, 50.2 µS/cm, et 24.8 °C.

Ces valeurs corroborent les données obtenues à partir du suivi quotidien de l’eau brute du barrage de février 2014 à Janvier 2015.

Ces mêmes facteurs relevés le jour du bloom algal était de 6.16, 13.15 mg/l, 54,4 µS/cm et 29,8 °C. Cette augmentation des facteurs physico chimiques indique une intense activité photosynthétique du bloom algal et par conséquent détériore la qualité de l’eau. L’analyse biologique effectuée au microscope optique corrobore la détérioration de la qualité de cette eau.

En effet, l’analyse de la concentration le jour du bloom algal donnait un pic de 500 millions de cellules de Microcystis sp par millilitre contre 15 625 cellules le quatrième jour après l’introduction du charbon de bois. Il est à noter que le pic moyen de concentration de Microcystis sp, constat de 2014 à 2015 était de 5 387 200 cellules par millilitre.

Au-delà de ces résultats, il est important de souligner que les odeurs et les goûts ont disparu le cinquième jour après le renouvèlement du charbon de bois.

Ces résultats indiquent l’importance de ce charbon de bois dans la lutte contre les bio agresseurs de la qualité de l’eau que sont les algues productrices de goûts, d’odeurs et de toxines dans l’eau et souvent responsables du rejet de l’eau du robinet par les consommateurs.

Mots clé : charbon de bois, bloom algal, bioagresseurs

Annexe 3 : Listes des algues majoritairement reconnues comme productrices de toxines (Brient et al., 2001)

Annexe 4 : Intoxications aiguës de populations humaines liées aux cyanobactéries (Brient et al., 2001)

XII

Annexe 5 : Empoisonnements d'animaux associés aux cyanobactéries (Brient et al., 2001)

XIII

Annexe 6: Mode de contamination des toxines algales : Chorus and Bartram, 1999), in Enora (2008)

XIV