REPUBLIQUE DU SENEGAL ***00*** MINISTERE DE L’ENSEIGNEMENT SUPERIEUR ET DE LA RECHERCHE

------

UNIVERSITE GASTON BERGER

************ UFR DES SCIENCES AGRONOMIQUES, DE L’AQUACULTURE ET DES TECHNOLOGIES ALIMENTAIRES ************* SECTION AQUACULTURE ************* MEMOIRE DE FIN D’ETUDES Pour l’obtention du diplôme de Master en Production et Transformation des Produits Agricoles Option : Productions Halieutiques et Gestion des Ecosystèmes Aquatiques

Effets du 17-α-méthyltestostérone sur l’inversion sexuelle chez le tilapia du Nil, Oreochromis niloticus

Présenté et soutenu par M. Pape Alioune GNINGUE le 15 janvier 2019 Jury: Président: Dr. Anicet Georges Bruno MANGA, Maître de Conférences, UGB/SL, Sénégal Membres: Dr. Mbaye TINE, Assistant, UGB/SL, Sénégal Dr. Farokh NIASS, Maître-Assistant, UGB/SL, Sénégal Dr. Justin KANTOUSSAN, Maître-Assistant, UGB/SL, Sénégal Pr. Omar Thiom THIAW, Professeur titulaire, IUPA/UCAD …………………………………………………………………………………………………………… Encadreur du mémoire : Dr. Justin KANTOUSSAN, Enseignant-chercheur, Section Aquaculture/UFR S2ATA, Université Gaston Berger, Saint Louis, Sénégal ; Superviseur: Pr. Omar Thiom THIAW, Professeur titulaire, Enseignant-chercheur, Institut Universitaire de Pêche et d’Aquaculture (IUPA), Université Cheikh Anta Diop de Dakar (UCAD), Sénégal

I

« Une grande quantité de petits poissons .fait diminuer le prix des grandes. »

Les proverbes et dictons du Danemark (1956)

DEDICACES

À la « Lumière Glacé De Khelcom »

A « Wa Kaana Hakane »

A mes Parents Adorés.

Remerciements

Louange à DIEU qui a parfait par sa bienfaisance ce présent travail. Au terme, je tiens à remercier tous ceux qui ont participé à la réussite de ce modeste travail.

 J’exprime mes remerciements les plus vifs et une reconnaissance sans limite à mon encadreur, le Dr. Justin KANTOUSSAN, qui m'a fait l'honneur de diriger ce travail, sa précieuse aide, ses encouragements et ses conseils m’ont été utiles. Je m’estime très chanceuse d’avoir été encadrée par une telle personne à la fois pédagogue et rigoureuse.  Un merci tout particulier au Professeur Omar Thiom THIAW de m’avoir offert cette opportunité de superviser ce travail malgré ses nombreuses préoccupations.  Je tiens à remercier le Pr. Anicet G. B. MANGA d’avoir bien voulu accepter la charge de présider ce jury. et de nous faire profiter de sa longue expérience.  Aux Dr. Mbaye TINE et Dr. Farokh NIASS toute ma gratitude pour avoir bien voulu prendre part à ce jury.

 Mes remerciements vont aussi à l’ensemble du corps professoral de l’UFR S2ATA et en particulier à celui de la Section Aquaculture. Malgré les nombreuses occupations et difficultés, vous n’avez ménagé aucun effort pour la réussite de cette formation.

 Une gratitude et une reconnaissance sans borne est également adresser à toute l’équipe de la station de l’ANA de Richar-Toll qui nous a rendu la tâche facile en mettant à notre disposition tous les moyens nécessaires pour mener à bien les expériences.  Un merci tout particulier à Madame NDAO pour sa bonne humeur, son amitié et sa solidarité ; merci d’avoir toujours été de bonne volonté et d’avoir participé à la réflexion ainsi qu’aux installations expérimentales.

 Ce travail est, aussi, le fruit du témoignage de l'amour, du respect et de ma profonde et éternelle gratitude à mes parents pour leurs soutiens. Je ne les remercierai jamais assez, pour tout ce qu'ils ont fait pour moi.

A mes amis et collègues de classe. Merci à tous ceux qui ont toujours cru en moi, mes « Mbok-Talibé » Wa Ahloul Minane Wa Mafatihoul Bichri Wa Djeuzboul Mourid Wa Touba Nay Néékh Fall.

 Ma reconnaissance à ceux-là qui m'ont toujours soutenu (WA KAANA HAKKANNE ak GAA-YI).

Sigles et abréviations ANA : Agence Nationale de l’Aquaculture CEFRA : Centre de Formation et de Recherche en Aquaculture (Université de Liège) CSS : Compagnie Sucrière Sénégalaise DPT : Début de la Période Thermosensible. ESD: Environmental Sexual Determination FAO: Food and Agriculture Organization FFP2 : (Filtering Facepiece Particles, littéralement « pièce faciale filtrante contre les particules »)

GSD : Genetic Sex Determination » : Facteurs génétiques majeurs pH : potentiel d'Hydrogène ppm : partie par million °C : Degrés Celsius

Résumé : Afin d’optimiser la rentabilité dans des élevages des espèces de poissons, des populations monosexes sont souvent recherchées en aquaculture. En pratique, un monosexage peut être obtenu directement chez les espèces de poissons notamment chez Oreochromis niloticus par administration de stéroïdes sexuels comme le 17-α-méthyltestostérone. Au cours de cette étude, une inversion sexuelle a été réalisée sur des larves de cette espèce en incorporant cette hormone dans leur alimentation. L’expérience est menée sur cinq lots d’alevins dont un témoin et quatre alimentés avec des durées d'application différentes avec un aliment contenant du 17-α- méthyltestostérone. La sex-ratio dans chaque lot est obtenue par squash gonadique. L’influence du 17-α-méthyltestostérone sur la croissance et la survie des larves d’O. niloticus souche « sénégalaise » a, aussi, été étudiée. Les résultats ont montré que la sex-ratio est significativement en faveur des mâles (85 à 88% de mâles) à partir d’une dose de 60 mg du 17-α- méthyltestostérone kg-1 d'aliment et appliquée pendant 21 à 28 jours post résorption vitelline. Un traitement de durée plus court conduit à l’apparition d’individus intersexués. Les taux de croissance sont comparables entre les lots traités. Cependant, le taux de survie des alevins diminue avec la durée (une à quatre semaines) du traitement hormonal. Par ailleurs, ces études préliminaires devraient être poursuivies sur un plus grand nombre d'individus, afin de déterminer les doses d'hormones les plus efficaces pour cette espèce et notamment la souche sénégalaise, en faisant varier les doses appliquées et les autres facteurs tels que la durée du traitement, la méthode d’administration de l’aliment, la température de l'eau, etc.

Mots clés : Oreochromis niloticus ; 17-α-méthyltestostérone ; traitement hormonal ; inversion sexuelle ; squash gonadique.

~ VI ~

Abstract: In order to optimize the profitability in diverse fish species farming, monosex populations are often preferred in aquaculture. In practice, a monosexage can be obtained directly from fish species such as in Oreochromis niloticus by administration of sex steroids such as 17-α- methyltestosterone. In this study, a sexual inversion was performed on larvae of this species by incorporating this hormone in their diet. The experience is conducted in five lots of fries including one control and four fed lots with different application terms with a food containing 17-α-methyltestosterone. The sex ratio in each batch is obtained by squash gonad. The influence of 17-α-methyltestosterone on the growth and survival of Oreochromis niloticus "Senegalese" strain larvae has also been explored. All of our results revealed that the sex ratio is significantly in favor of males (85 to 88% of males) from a dose of 60 mg of 17-α-methyltestosterone kg-1 of food and if applied for 21 to 28 days after vitelline resorption. Treatment of shorter duration leads to the appearance of intersex individuals. The growth rates were not different between treated groups. However, the survival rate of fry decreases with the duration of the hormonal treatment. In addition, these preliminary studies should be continued on a larger number of individuals, in order to determine the doses of the most effective hormones for this species and in particular the Senegalese strain, by varying the applied doses and the other factors such as the duration of the treatment, the method of administration of the food, the temperature of the water, etc.

Key words: Oreochromis niloticus; 17-α-methyltestosterone; hormonal treatment; sexual inversion; gonad squash

~ VII ~

Liste des tableaux Tableau 1 : Position systématique du Tilapia du Nil Tableau 2 : Composition et proportion des ingrédients de l’aliment utilisé Tableau 3 : Répartition des lots d’alevins Tableau 4: variation de la température de l’eau des bacs enregistrés de septembre à début décembre. Tableau 5 : Fécondité des femelles O. niloticus « souche sénégalaise » Tableau 6 : Taux de survie des larves dans les différents lots Tableau 7 : Caractéristiques de la croissance pondérale des alevins dans les différents lots Tableau 8 : Effet des différents traitements hormonaux sur la sex-ratio des individus des différents lots

~ VIII ~

Liste des figures Figure 1 : Oreochromis niloticus Figure 2 : Nids de Tilapia dans le fond d’un étang drainé Figure 3 : Schéma représentant la complexité de la détermination du sexe chez O. niloticus et montrant les trois facteurs qui influent sur le sexe Figure 4 : Schéma du protocole de production des individus monosexes mâles chez les espèces de tilapias à hétérogamétie femelle. Figure 5 : Schéma du protocole de production des individus monosexe mâle chez les espèces de tilapias à hétérogamétie mâle. Figure 6 : Carte de la région de Saint-Louis Figure 7 : O. niloticus souche sénégalaise provenant de la station piscicole de Richard-Toll Figure 8 : Bassins en béton de 10 m3 chacun de la station piscicole de Richard-Toll Figure 9 : Ecloserie de la station de Richard-Toll Figure 10 : Disque de Secchi Figure 11 : matériel utilisé pour préparer l’aliment avec l’hormone Figure 12 : Procédé de préparation de l’aliment hormoné Figure 13: Inspection positive d’œufs dans la cavité buccale d’une femelle O. niloticus Figure 14 : Incubation artificielle d’œufs d’O. niloticus en écloserie Figure 15 : Méthode de comptage des larves Figure 16 : Bleu de méthylène à 1% Figure 17 : Evolution de la transparence de l’eau des bacs d’élevage Figure 18: œufs et pigmentation sur un embryon en phase d’éclosion chez O. niloticus Figure 19 : Larve d’O. niloticus âgée de 24 heures après l’éclosion Figure 20 : Larve d’O. niloticus âgée de 48 heures après l’éclosion Figure 21 : Larve d’O. niloticus âgée de 96 heures après l’éclosion Figure 22 : Alevins d’O. niloticus âgée d’une semaine après l’éclosion Figure 23 : Alevin d’O. niloticus âgée d’un mois après l’éclosion Figure 24 : Variation du poids moyen des alevins d'O. niloticus en fonction du temps et par lot de traitement Figure 25: Structure de gonade mâle d’O. niloticus âgé de 4 mois post-éclosion Figure 26 : Structure de gonade femelle d’O. niloticus âgée de 4 mois post-éclosion Figure 27 : Structure de gonade d’O. niloticus intersexué âgé 4 de mois post-éclosion

~ IX ~

Liste des annexes Annexe 1 : Production mondiale de tilapia (pêche et aquaculture) de 1980 à 2014 (FAO, 2017) Annexe 2 : O. niloticus souche sénégalaise provenant de la station piscicole de l’ANA de Richard-Toll Annexe 3 : Relevés quotidiens de la température des bacs à l’aide du thermomètre à mercure Annexe 4: Tableau des relevés journaliers de la température dans les différents lots Annexe 5 : Tableau des relevés de la turbidité de l’eau d’élevage Annexe 6 : Relevés hebdomadaires de la taille des alevins à l’aide du papier millimétré

Annexe 7 : Tailles moyennes (en mm) des larves de Tilapia en fonction de l’âge

Annexe 8 : Poids moyens (en g) des larves de Tilapia en fonction de l’âge

~ X ~

Sommaire Résumé : ...... VI

Abstract: ...... VII

Liste des tableaux ...... VIII

Liste des figures ...... IX

Liste des annexes ...... X

Sommaire ...... XI

Introduction ...... 1

CHAPITRE I : REVUE BIBLIOGRAPHIQUE

I.1. Présentation de l’espèce ...... 4

I.1.1 Historique d’élevage ...... 4

I.1.2 Position systématique ...... 4

I.1.3 Distribution naturelle ...... 6

I.1.4 Caractéristiques morphologiques ...... 6

I.2. Biologie et aquaculture du tilapia du Nil ...... 7

I.2.1 Exigence écologique ...... 7

I.2.2 Biologie de la nutrition...... 8

I.2.3 Biologie de la reproduction...... 8

I.3. Sexe chez le tilapia ...... 10

I.3.1 Déterminisme sexuel chez O. niloticus ...... 10

I.3.1.1 Expression du sexe ...... 10 I.3.1.2 Déterminisme polygénique du sexe ...... 10 I.3.2 Dimorphisme sexuel de croissance ...... 11

I.3.2.1 Origine génétique du dimorphisme sexuel de croissance ...... 12 I.3.2.2 Rôle du comportement reproducteur ...... 12 I.3.2.3 Rôle des dépenses énergétiques ...... 13

I.4. Contrôle de la reproduction chez le tilapia ...... 13

I.4.1 Sexage manuel ...... 13

I.4.2 Hybridation ...... 14

I.4.3 Production d'individus homogamétiques mâles YY ...... 14 ~ XI ~

I.4.4 Inversion sexuelle hormonale ...... 16

I.4.5 Inversion sexuelle thermique ...... 17

I.5. Conséquence des hormones administrées dans l’organisme du poisson ...... 18

I.5.1 Devenir des hormones administrées dans l’organisme du poisson ...... 18

I.5.2 Conséquences sur les performances de reproduction ...... 18

I.5.3 Conséquences sur le comportement ...... 19

CHAPITRE II : ETUDE EXPERIMENTALE

II.1. Présentation de la structure d’accueil ...... 20 II.1.1 Agence Nationale de l’Aquaculture ...... 20 II.1.2 Bureau de Richard Toll ...... 20

II.1.3 Cadre biophysique...... 22

II.2. Matériel ...... 23 II.2.1 Matériel biologique ...... 23 II.2.2 Structures d'élevage ...... 23

II.2.2.1 Bassins de reproduction ...... 24

II.2.2.2 Écloserie ...... 24

II.2.3 Matériel de laboratoire ...... 25 II.2.3.1 Hormone 17-alpha-méthyl-testostérone ...... 25 II.2.3.2 Equipement ...... 25

II.3. Méthodes...... 26 II.3.1 Préparation de l'aliment avec l'hormone ...... 27 II.3.1.1 Préparation de la solution hormonale (ou solution mère) ...... 27 II.3.1.2 Préparation de l'aliment ...... 27 II.3.1.3 Incorporation de l'hormone dans l'aliment ...... 28 II.3.2 Mise en charge des bassins de reproduction ...... 29 II.3.3 Récolte des œufs ...... 29 II.3.4 Incubation des œufs ...... 29 II.3.5 Récolte et estimation des larves ...... 30 II.3.6 Mise en charge des clayettes et traitement hormonal ...... 31 II.4. Elevage post-traitement hormonal ...... 32 II.4.1 Conditions d'élevage et suivi de la croissance ...... 32 II.4.2 Paramètres zootechniques et indices calculés ...... 32 ~ XII ~

II.4.3 Sexage ...... 34 II.5 Analyses statistiques ...... 35

CHAPITRE III : RESULTATS & DISCUSSION

III. Résultats...... 36

III.1 Paramètres physico-chimiques ...... 36

III.2. Fécondité des géniteurs ...... 37

III.3. Larviculture ...... 37

III.3.1. Œuf récemment pondu et fécondé ...... 37

III.3.2. Développement post-éclosion ...... 38

III.4. Taux de survie des larves (TS)...... 40

III .5. Performances de la croissance pondérale des différents lots ...... 40

III.6. Taux d’inversion ...... 42 IV. Discussion ...... 44

IV.1. Limites de l’étude ...... 44

IV.2. Relation poids - fécondité ...... 44

IV.3. Effet du traitement hormonal sur le taux de survie (T.S.) ...... 45

IV.4. Effet de l’hormone sur la croissance post traitement ...... 45

IV.5. Effet de l’hormone sur la sex-ratio ...... 46

Conclusion et perspectives ...... 48

~ XIII ~

Introduction Les tilapias constituent le groupe de poissons dont l'élevage a connu la plus forte croissance ces dix dernières années, toutes espèces aquatiques confondues (FAO, 2017). Avec plus de 40 espèces déjà utilisées en élevage et élevées dans plus de 150 pays, ils sont actuellement le deuxième groupe de poisson le plus cultivé à travers le monde derrière le groupe des carpes (19,3 millions de tonnes) et devant les salmonidés (3,2 millions de tonnes). La production mondiale de tilapia a dépassé les 7,6 millions de tonnes en 2014 (Annexe 1), dont 6,9 millions sont issus de l’élevage et le reste provient des pêches de capture (FAO, 2017). Ce groupe doit cette position, en termes de production aquacole, à ses traits de vie et bio-écologiques assez avantageux. En effet, les tilapias sont particulièrement appréciés pour leur robustesse, leur large distribution géographique, leur taux de croissance rapide et leur reproduction aisée et même en milieu contrôlé. L’efficacité de cette reproduction résulte de plusieurs caractéristiques biologiques ou éthologiques : - une nidification associée à un comportement de défense du nid ; - une ponte fractionnée suivie aussitôt de la fécondation de chaque groupe d’ovules émis ; - l’existence de comportement de "soin parentaux" visant à protéger les œufs dès leur fécondation et persistant après l’éclosion ; - une maturité sexuelle précoce pouvant être acquise très tôt chez les individus ; - des cycles de reproduction successifs permettant à une même femelle de produire toutes les 4 à 6 semaines une nouvelle cohorte d’individus sauf dans les environnements exposés à des variations saisonnières importantes de paramètres physicochimiques (Mélard et Philippart, 1981). L’ensemble de ces particularités peut conduire en milieu fermé à une rapide surpopulation et une situation de compétition alimentaire entre individus et entrainer une tendance au nanisme (Lazard, 1984). Par conséquent, le rendement en poissons de taille intéressante pour le marché est réduit de façon considérable. C’est pourquoi sa reproduction facile, bien qu’étant un avantage, peut s’avérer aussi être paradoxalement parmi les principales difficultés de son élevage. Le contrôle strict de cette prolifération des individus après empoissonnement est, donc, apparu fondamental pour la rentabilité de son élevage. Chez certaines espèces de ce groupe comme Oreochromis niloticus, il existe un dimorphisme sexuel de croissance. Les femelles ont un taux de croissance plus faible comparées aux mâles. Chez cette espèce une différence de 300 g en moyenne est observée entre les mâles (700 g) et les femelles (400 g) après un (01) an d'élevage (Melard et al., 1989 in Ouedraogo, 2009), alors que la sex-ratio est théoriquement ~ 1 ~

équilibrée c’est-à-dire que dans chaque descendance, il y’a autant de mâles que de femelles. L’élevage de populations mixtes (mâles et femelles) est de ce fait moins rentable économiquement, par rapport à celle de populations monosexes particulièrement mâles qui est plus intéressant. Plusieurs méthodes et tentatives de contrôle de la reproduction et de sélection du sexe chez les tilapias ont alors été entreprises. Il existe plusieurs techniques ou stratégies pour obtenir des populations monosexes de tilapia : le sexage manuel, l’hybridation, la production de super-mâles, etc. Mais les techniques les plus efficaces sont celles qui agissent sur le développement de la gonade soit en modulant son activité (stimulation, inhibition temporaire ou définitive), soit en l’orientant préférentiellement vers le sexe qui possède les meilleures potentialités aquacoles. Dans ce dernier cas, on parle alors d’inversion sexuelle. Il en existe différente procédés, seulement la méthode hormonale semble la plus opérante car les stéroïdes sexuels sont impliqués dans le processus naturel de la différenciation sexuelle, d’où le choix de l’adopter dans cette étude. Elle consiste en un traitement des larves avec une hormone masculinisant (17-α-méthyletestostérone), afin de les convertir tous ou presque en individus mâles. Les larves sont, ainsi, soumises à des traitements soit par balnéation, soit via l'alimentation, peu de temps après l’éclosion et couvrant toute la période avant la différenciation sexuelle. Cependant, des données sur les possibilités de contrôle hormonal du sexe, afin de contribuer à l'amélioration de l’élevage de cette espèce, manquent au niveau des populations de cette espèce au Sénégal. La présente étude se veut une contribution au développement de la filière aquaculture au Sénégal. Son objectif principal est de tester l'efficacité des doses d'hormones notamment du 17- α-méthyltestostérone sur l’inversion sexuelle des individus des populations locales d'O. niloticus dans les conditions d'élevage du Sénégal afin de proposer aux producteurs des données pour une production commerciale rentable. Plus précisément, il s’agit de: - comparer l'efficacité des traitements réalisés avec des régimes alimentaires et à des durées différentes ; - suivre la croissance des individus traités comparativement aux témoins. Les hypothèses qui sous-tendent l'étude sont: - les doses d'hormones couramment utilisées chez d'autres populations et/ou souches de poissons sont efficaces chez les O. niloticus du Sénégal ; - les individus nourris aux androgènes présentent de meilleures performances de croissance comparés aux témoins. Ce présent rapport comporte une partie introductive qui pose la problématique et les objectifs et les hypothèses de l'étude. Elle est suivie des généralités portant sur le déterminisme et le ~ 2 ~ contrôle du sexe chez l'espèce sous forme de revue bibliographique, de la présentation de la méthodologie adoptée, des résultats de l’étude et de la discussion. Elle se termine par une conclusion et des perspectives de l’étude.

~ 3 ~

CHAPITRE I : REVUE BIBLIOGRAPHIQUE

~ 1 ~

CHAPITRE I : REVUE BIBLIOGRAPHIQUE

I.1. Présentation de l’espèce

I.1.1 Historique d’élevage

Notre modèle d’étude est le tilapia du Nil qui est une espèce d’eau douce originaire d'Afrique. Sa rusticité d’élevage, sa large valence écologique et sa souplesse d’adaptation à des milieux extrêmement variés ont encouragé son introduction dans plusieurs pays du monde. Les égyptiens l’élevaient à des fins ornementales depuis plus de 4 000 ans (FAO, 2012). L’élevage de la carpe n’a commencé qu’à se développer en Chine que 1 000 ans plus tard. Les premiers essais « modernes » d’élevage remonteraient à 1924 au Kenya. Ce n’est que pendant les années 40 et 50 que l’élevage de tilapia a été initié un peu partout dans la zone tropicale avec notamment le tilapia du Mozambique (O. mossambicus). Cependant, c’est avec l’espèce O. niloticus, de goût plus apprécié et plus performante en croissance comparativement aux autres espèces de ce groupe, que l’élevage du tilapia a pris réellement son élan entre les années 60 et 80 avec son introduction au Japon, Thaïlande (1965), Philippines, Brésil (1971), USA (1974) et Chine (1978) (FAO, 2012). De nos jours, les tilapias sont présents dans plus de 150 pays et O. niloticus est considérée de loin comme l’espèce piscicole d’eau douce la plus intéressante de la ceinture intertropicale du globe (Arrignon, 1998).

I.1.2 Position systématique

Le terme « Tilapia » provient de "thiape", un mot qui signifie « poisson » en Béchouana, une langue africaine. Il est, aussi, utilisé pour désigner un groupe de poisson constituant la sous famille des Tilapiinae appartenant à la famille des Cichlidae et à l'ordre des perciformes dont la particularité la plus apparente est une ligne latérale discontinue (Tableau 1). Selon Levêque et Paugy (1984), les Cichlidae se distinguent des autres familles par des caractères nets suivants : - un corps couvert d'écailles imbriquées ; - une écaille très développée à l'aisselle des pelviennes ; - des nageoires ventrales rapprochées des pectorales et situées au-dessus de ces dernières ; - une seule nageoire dorsale à rayons antérieurs épineux ; - trois épines à la nageoire anale ; - une absence de dents au plafond buccal ; - des os pharyngiens inférieurs plus ou moins unis sur la ligne médiane.

~ 4 ~

Le groupe des Tilapias comprend quatre genres différents du point de vue caractères anatomiques, du comportement reproducteur et du mode de nutrition (Trewavas, 1983) :  Le genre Sarotherodon : avec une incubation buccale et une garde biparentale ou paternelle. Il est planctonophage et le dimorphisme sexuel de croissance est peu marqué ;  Le genre Tilapia : constitué de pondeurs sur substrat et une garde biparentale (en couple), il est macrophytophage;  Le genre Danakilia : avec des caractéristiques éco-morphologiques particulières et de faible importance économique. Une grande partie des espèces ce genre sont aujourd'hui réhabilité dans les genres Coptodon et Heterotilapia à la suite des travaux de Dunz et Schliewen (2013) ;  Le genre Oreochromis : est celui dont appartient O. niloticus, avec une incubation buccale et une garde uniparentale maternelle. Il est planctonophage et le dimorphisme sexuel de croissance est très marqué. La femelle est plus petite que le mâle. Ce genre est plus représenté en élevage, avec cinq espèces principales : - Oreochromis mossambicus (ou tilapia de Java ou encore tilapia noir) ; - Oreochromis aureus ; - Oreochromis hornorum ; - Tilapia rouge (Oreochromis sp) ; - Oreochromis niloticus.

Tableau 1 : Position systématique de l’espèce O. niloticus (Fricke et al., 2009)

Classifications Désignations Règne Animal Embranchement Chordata Sous-embranchement Vertebrata Super-classe Osteichthyes Classe Actinopterygii Sous-classe Neopterygii Infra-classe Teleostei Super-ordre Acanthopterygii Ordre Perciformes Sous-ordre Labroidei Famille Cichlidae Sous famille Tilapiinae Genre Oreochromis Espèce Oreochromis niloticus

~ 5 ~

I.1.3 Distribution naturelle

La distribution naturelle de l’espèce comprend les bassins du Nil et du lac Tchad, les principaux lacs de la Vallée du Rift et des fleuves d’Afrique de l’Ouest, notamment le Niger, la Volta, la Gambie et le Sénégal (Skelton, 2002), ainsi que les lacs du Graben est-africain jusqu’au lacs Tanganyika (Philippart et Ruwet, 1982).

I.1.4 Caractéristiques morphologiques

Morphologiquement, O. niloticus est facilement reconnaissable grâce aux bandes verticales régulières noires et blanches sur la nageoire caudale. La coloration varie selon les facteurs environnementaux, physiologiques et alimentaires, mais elle est généralement grise argentée avec des bandes grises plus foncées qui rayent le poisson (Figure 1). La forme du corps est généralement comprimée latéralement, tendant vers l’ovale et allongée avec, cependant, des différences selon l’environnement.

Figure 1 : Oreochromis niloticus (source : www.fishbase.org)

La diagnose de cette espèce a fait l’objet d’études précises (Trewavas, 1983) recourant à des caractéristiques morphométriques : - une ligne latérale interrompue avec 30 à 34 écailles cycloïdes avec bouche terminale ; - premier arc branchial avec 18 à 28 branchiospines fines et longues sur la partie inférieure du premier arc branchial et 4 à 7 sur la partie supérieure ; - 30 à 32 vertèbres ; - nageoire caudale tronquée avec 7 à 12 lignes noires bien visibles ; - nageoire anale avec au moins les 3 premiers rayons épineux ; - nageoire dorsale longue à partie antérieure épineuse (17 à 18 épines) et partie postérieure molle (12 à 14 rayons) ;

~ 6 ~

- pendant la saison du frai, le mâle présent des teintes rougeâtres sur la tête, la partie inférieure du corps, la nageoire dorsale et la nageoire caudale ; - papilles génitales courtes et coniques ou nettement bifides au bout chez le mâle ; - orifice génitale arrondi avec une fente transversale au milieu (pore génital) et un pore urinaire à l'extrémité ; - sur les mâchoires, séries de 3 à 7 dents dont le nombre dépend de la taille du poisson ; - dents bicuspides à l’extrémité et, chez les adultes, grosses à la base et tronquées obliquement avec des cuspides plus prononcés ; - pharyngal inférieur avec des dents solides dans une aire dentaire approximativement triangulaire.

I.2. Biologie et aquaculture du tilapia du Nil

I.2.1 Exigence écologique

Plusieurs études ont montré qu’O. niloticus est une espèce adaptée à de larges variations des facteurs écologiques du milieu aquatique. Ainsi, l’espèce a pu coloniser des milieux très variés.

En effet, l’espèce se rencontre en milieu naturel entre 13 et 33 °C, mais l’intervalle de tolérance thermique observé en laboratoire est plus large et se situe entre 7 et 42° C pendant plusieurs heures (Denzer, 1967). Quant à la température optimale de reproduction, elle est entre 26 et 28° C, le minimum requis étant de 22° C (Huet, 1970).

La gamme de salinité toléré par O. niloticus est comprise entre 0,015 et 30 ‰. Toutefois, au- delà de 20 ‰, l’espèce subit un stress important qui la rend sensible à une série de maladies. De plus, la reproduction serait inhibée en eau saumâtre à partir de 15 à 18 ‰ (Kirk, 1972). De même, la tolérance, aux variations de pH est très grande, puisque l’espèce est rencontrée dans des eaux présentant des valeurs de pH comprises entre 5 et 11 (Chervinski, 1982) ; bien que les valeurs recommandées pour l’élevage soient de 7 à 8 (Huet, 1970). Elle présente, aussi, une bonne tolérance à la turbidité jusqu’à 13 g.l-1 de matières en suspension (Okorie, 1975).

Du point de vue des exigences en O2 dissous, l’espèce tolère à la fois de nets déficits et des sursaturations importantes. Ainsi, O. niloticus peut supporter des carences en O2 dissous de l’ordre de 3 ppm. En deçà de cette valeur, un stress respiratoire se manifeste et la mort survienne après 6 heures d’exposition à des teneurs inférieures à 3 ppm (Welcomme, 1967). Il n’empêche que, grâce à son hémoglobine particulière à haute affinité pour l’O2 dissous (0,12

~ 7 ~ ppm), cette espèce peut supporter, sur de courtes périodes, des concentrations aussi faibles que

0,1 ppm d’O2 dissous (Magid et Babiker, 1975).

+ Concernant l’ammoniaque, elle existe sous deux formes dans l’eau: NH3 et NH4 selon un

équilibre chimique. La fraction toxique de l’ammoniaque (NH3-N) dissous augmente avec le pH et lorsque le taux d’O2 diminue. Les concentrations létales pour O. niloticus sont (Balarin et Haller, 1982) : -1 • Ammoniaque : NH3-N > 2,3 mg.l ; -1 • Nitrite: NO2-N > 2,1 mg.l .

I.2.2 Biologie de la nutrition

Plusieurs travaux relatifs aux contenus stomacaux chez O. niloticus révèlent qu’en milieu naturel l’espèce est essentiellement phytoplanctonophage, mais peut aussi ingérer des algues bleues, du zooplancton ainsi que des sédiments riches en bactéries et diatomées (Moriarty, 1973). En milieu artificiel, cette espèce est pratiquement omnivore, valorisant divers déchets agricoles (farine de riz ou de blé, tourteau de coton, tourteaux d'oléagineux, etc.), tirant parti des fientes de volailles, de déchets ménagers et acceptant facilement des aliments composés sous forme de granulés ou poudreux. Il convient de relever que l’acidité gastrique particulièrement forte chez O. niloticus lui permet d’être parmi les rares espèces à pouvoir digérer les cyanophycées sans concurrence notable avec d’autres espèces piscicoles dans l’écosystème aquatique (Lauzanne, 1988). Cette capacité phénoménale d'adaptation à divers aliments et déchets est à la base de sa haute potentialité pour la pisciculture. C'est une espèce opportuniste qui est capable de se nourrir à partir des aliments les moins digestibles. Le degré d'opportunisme de l'espèce est très grand et son régime alimentaire est souvent plus proche de celui des poissons omnivores ou détritivores que des herbivores stricts (Bowen, 1982).

I.2.3 Biologie de la reproduction

Pour ce qui est de la reproduction, dans le milieu naturel, le tilapia atteint sa maturité sexuelle quand il mesure entre 14 et 20 cm de longueur totale (Ruwet et al., 1975). Toutefois, cette taille de maturité sexuelle peut varier au sein d’une même population en fonction des conditions du milieu (déficit alimentaire qualitatif et/ou quantitatif, dimensions réduites du milieu, etc.). La reproduction a lieu lorsque la température dépasse 22 °C. Les mâles se réunissent sur une zone de nidification à faible profondeur et sur un substrat meuble (gravier, sable, argile). Chaque mâle porteur d’une coloration caractéristique délimite et défend un territoire et aménage un nid

~ 8 ~ où il tentera d’attirer et de retenir une femelle mûre. Il s’agit d’une organisation sociale en arène de reproduction. L’arène de reproduction est le lieu où les mâles se rassemblent pour la reproduction. Comme chez de nombreuses espèces de tilapias, le nid est une dépression circulaire creusée dans le sable. Il peut mesurer jusqu’à 1 m de diamètre et 0,5 m de profondeur (Figure 2). Le diamètre du nid fait en moyenne le double de la longueur du mâle qui le creuse. Les mâles marquent leur territoire et défendent leurs nids.

Les femelles qui vivent en bande à proximité de l’aire de reproduction n’effectuent que de brefs séjours sur les arènes. Allant d’un territoire à l’autre, elles sont courtisées par des mâles successifs jusqu’au moment où, s’arrêtant au-dessus de la cuvette d’un nid, elles forment chacune un couple éphémère avec un mâle. Après une parade de synchronisation sexuelle, la femelle dépose un lot d’ovules, le mâle les féconde immédiatement en injectant son sperme sur les œufs en suspension dans l’eau, puis la femelle se retourne et les prend dans la bouche pour les incuber. Cette opération très brève peut être recommencée, soit avec le même mâle, soit avec un autre mâle dans un territoire voisin. Selon leur taille, les femelles peuvent incuber jusqu’à 6 000 œufs.kg-1 de femelle. Finalement, la femelle s’éloigne de l’arène où les mâles demeurent cantonnés et emporte dans sa bouche les œufs fécondés qu’elle va incuber durant 5 à 7 jours dans les zones abritées (Trewavas, 1983).

Figure 2 : Nids de Tilapia dans le fond d’un étang drainé (source : www. fishbase.org)

Dans les fermes piscicoles, le tilapia se reproduit avec beaucoup de facilité. Il n’a pas besoin de conditions ou stimulations spéciales. En conditions stressantes de pisciculture rurale mal conduite, O. niloticus peut se reproduire dès l’âge de trois mois et à un poids inférieur à 50 g. La reproduction de cette espèce est continue c’est-à-dire qu’elle se déroule toute l’année, si la température de l’eau est favorable. Elle peut se reproduire tous les 30 à 40 jours (Ruwet et al., 1975). Ainsi, quand les mâles et femelles sont élevés ensemble, la population s’accroît rapidement et l’on peut obtenir en fin de cycle beaucoup d’individus de petites tailles difficilement commercialisables.

~ 9 ~

I.3. Sexe chez le tilapia

I.3.1 Déterminisme sexuel chez O. niloticus

I.3.1.1 Expression du sexe

La manifestation du sexe chez O. niloticus dépend de deux processus: le déterminisme sexuel et la différenciation sexuelle. Le déterminisme sexuel est l’action du sexe génotypique c’est-à- dire, le résultat d’une manifestation des chromosomes sexuels chez l’animal. Tandis que la différenciation du sexe est l’étape par laquelle des tissus gonadiques bipotents vont se différencier en ovaires ou en testicules selon l’environnement moléculaire en place. Autrement dit, la différenciation sexuelle est responsable du développement des différents types de gonades, testicules ou ovaires, sous l’effet combiné des chromosomes, des hormones et des facteurs environnementaux : c'est le sexe phénotypique. Habituellement, un génotype femelle entraîne l'expression d'un phénotype femelle et un génotype mâle, l'expression d'un phénotype mâle. Pourtant chez O. niloticus, la différenciation sexuelle peut être influencée par d’autres facteurs comme les facteurs endocriniens ou environnementaux au point que le sexe phénotypique ne corresponde pas au sexe génotypique (Adkins-Regan, 1987) : on parle alors d’inversion sexuelle.

Toutefois, la différenciation sexuelle s’effectue très précocement chez cette espèce (Yoshikawa et Oguri, 1978). Environ 15 à 30 jours après la fécondation, la gonade est différenciée et possède la morphologie caractéristique de l’ovaire ou du testicule. De ce fait, les méthodes d’inversions sexuelles doivent être appliquées avant et/ou pendant cette période de différenciation.

I.3.1.2 Déterminisme polygénique du sexe

La détermination du sexe chez le tilapia du Nil a été découverte être plus complexe qu'un système mono-factoriel modèle simple XX / XY. Le sexe du tilapia du Nil est régi par les interactions de trois composantes : i) un sexe génétique qui est en réalité un système complexe de détermination d'un gène majeur déterminant ; ii) une combinaison de plusieurs gènes autosomiques dit facteurs génétiques mineurs ; iii) ainsi que l'influence de la température qu’est le facteur environnemental (Figure 3).

La détermination du sexe génétique est portée par la paire de chromosomes sexuels XX/XY. En effet, il a été démontré que O. niloticus a effectivement une paire de chromosomes sexuels suivant un système XX/XY comme chez les mammifères, le mâle étant l’hétérogamétique. ~ 10 ~

Seulement, un tel déterminisme monofactoriel simple ne permet pas d’expliquer toutes les sex- ratios observées expérimentalement. Pour de nombreux auteurs comme Nakamura et al. (1998) ; Baroiller et al. (2001) ; Know et al. (2001) au contrôle du sexe par les chromosomes sexuels XX/XY, s’y ajoutent d’autres facteurs génétiques qualifiés de « mineurs » tels que les autosomes (Pham et al., 1999). Ces gènes autosomiques peuvent agir seuls ou en combinaison avec les chromosomes sexuels ; on parle de déterminisme polygénique du sexe. L’action des autosomes peut, ainsi, menée à une sex-ratio aberrante (sex-ratio de la descendance différente de 50 : 50 après croisement entre un mâle XY et une femelle XX) (Mélard, 2007).

Figure 3 : Schéma représentant la complexité de la détermination du sexe chez O. niloticus et montrant les trois facteurs qui influent sur le sexe (source : www.elsevier.com/locate/cbpa )

I.3.2 Dimorphisme sexuel de croissance

Chez O. niloticus, les performances de croissance des mâles sont supérieures à celles des femelles. En effet, chez l’espèce une différence d’environ de 300 g entre les mâles et les femelles est observée après un (01) an d'élevage. Tout comme pour une durée d’élevage d’environ de six (06) mois, la longueur et le poids des mâles sont environ 1,25 fois supérieurs à ceux des femelles (Mélard et al., 1989).

Plusieurs hypothèses ont été émises pour expliquer ce dimorphisme de croissance entre les individus mâles et femelles : i) une première hypothèse suggère une origine génétique liée aux chromosomes sexuels ; ii) une deuxième l'attribue au comportement reproducteur des femelles ; iii) une autre à un coût énergétique de reproduction plus important chez les femelles que chez les mâles et ; iv) une dernière à une différence de statut hormonal, conduisant notamment à un effet anabolisant des androgènes chez les mâles. Ces différentes hypothèses attribuent, donc, le différentiel de croissance à des régulations soit positives chez le mâle, soit négatives chez la femelle. ~ 11 ~

I.3.2.1 Origine génétique du dimorphisme sexuel de croissance

Selon Hanson et al. (1983), les performances de croissance des mâles d’O. niloticus comparées aux femelles peuvent présenter une base génétique.

Toutefois, la croissance de ces néomâles est similaire à celle des mâles classiques non traités (mâles XY n’ayant pas étés traités au17-α-MT) et supérieure à celle des femelles classiques non traitées (femelles XX). Les effets observés dans cette expérience résultent peut être des interactions de l'effet du génotype et de celui des androgènes.

Le différentiel de croissance observé résulterait, donc, d'une croissance supérieure des mâles sous l'effet d'un facteur lié au chromosome sexuel Y et/ou aux autosomes qui interviennent dans le déterminisme du sexe. Toutefois, le protocole expérimental ne précise pas si les différentes cohortes sont issues d'une même femelle, car les différences observées pourraient être liées à des effets maternels.

Lorsqu’on applique une inversion sexuelle par l’hormone17-α-méthyletestostérone (17-α-MT) à des larves de génotype XX et des larves de génotype XY, la croissance des individus néomâles (femelles XX, inversées en mâles par la 17-α-MT ) est inférieure aux individus mâles issus de croisement classique (mâle XY et femelle XX) traités également au17-α-MT .

I.3.2.2 Rôle du comportement reproducteur

Les travaux de Mélard et al. (1989) tentent d’expliquer une implication du comportement reproducteur (incubation buccale des œufs et de la garde parentale des alevins par les femelles) dans la différence de croissance entre mâles et femelles. En effet, pendant la période d'incubation buccale, les femelles stoppent pratiquement toute activité alimentaire. Des travaux ont montré l'existence d'une forte corrélation entre la perte de poids et la durée de l'incubation buccale (Little, 1989). Une femelle pouvant se reproduire successivement toutes les 4 à 6 semaines, avec une durée d'incubation pouvant aller jusqu'à 23 jours, n'aurait pratiquement que 4 à 5 jours en moyenne pour s'alimenter normalement entre deux pontes.

Néanmoins, la phase de jeûne est suivie d'une phase d'alimentation intensive chez les femelles à la fin de l'incubation buccale. Une femelle peut ingérer l’aliment jusqu'à 40% de son poids corporel dans les 48 heures suivant la fin de l'incubation (Macintosh et Little, 1995).

Toutefois, la différence de croissance entre les mâles et les femelles existe avant la reproduction et, même en l'absence de ponte et d'incubation buccale, la croissance des femelles est inférieure

~ 12 ~

à celle des mâles (Hanson et al., 1983). Le comportement d'incubation buccale qui intervient tardivement ne peut donc, à lui seul, expliquer la différence de croissance entre les mâles et les femelles.

I.3.2.3 Rôle des dépenses énergétiques

Lors de la reproduction, il existe une orientation préférentielle de l'utilisation de l'énergie métabolique des nutriments ou des réserves vers la gamétogenèse. La croissance différentielle pourrait, donc, résulter d'une orientation plus importante de l'énergie métabolique chez la femelle vers la fonction de reproduction, en particulier pour la production des ovules au détriment de la croissance (Philippart et Mélard, 1987). Selon cette hypothèse, la différence de croissance résulterait d'une moins bonne croissance somatique des femelles. Seulement aucune étude physiologique validant cette hypothèse n'a encore été réalisée chez O. niloticus.

I.4. Contrôle de la reproduction chez le tilapia

L’efficacité de la reproduction du tilapia a permis le développement de son aquaculture. Mais, le contrôle et la maîtrise de cette reproduction sont apparus nécessaires pour une rentabilité des entreprises aquacoles basées sur l’élevage de cette espèce. Plusieurs pratiques et tentatives sont utilisées pour le contrôle du sexe chez les Tilapias.

I.4.1 Sexage manuel

Le sexage précoce basé sur le dimorphisme sexuel de la papille urogénitale n’est réalisable que sur des individus de 30 à 50 g chez O. niloticus (Mélard, 1986), ce qui impose l'élevage de l'ensemble de la cohorte jusqu'à cette taille. L'élevage des femelles (soit environ 50% du groupe), jusqu'à ce stade de développement, va non seulement immobiliser initialement une partie des infrastructures d'élevage, mais aussi contribuer à la moitié du coût d'alimentation. Aussi, cette technique de sexage requiert de la main d'œuvre qualifiée et du temps, avec des risques d'erreurs estimés à environ 2,7 à 10% (Lazard, 1980). De plus, à cette taille, les femelles les plus avancées dans leur développement gonadique sont déjà matures (première reproduction éventuellement déjà réalisée). La présence de quelques femelles gardées accidentellement peut en quelques mois entraîner une surpopulation dans les bassins d'élevage.

~ 13 ~

I.4.2 Hybridation

L'hybridation entre certaines espèces de tilapia, peut conduire à la production de cohortes monosexes mâles. Théoriquement, le déterminisme du sexe chez le tilapia est de type monofactoriel. Aussi, les espèces de tilapia sont divisées en deux groupes (Jalabert et al., 1971): celles à homogamétie mâle ZZ (type oiseau; O. aureus, O. hornorum, O. machrochir) et celles à homogamétie femelle XX (type mammifère; O. niloticus, O. mossambicus). En effet, le premier croisement réalisé entre deux espèces différentes de tilapia, O. mossambicus femelle et O. hornorum mâle, a fourni 100% de mâles (Hickling, 1960).

Cependant, les individus issus de cet hybride sont peu appréciés des consommateurs du fait de leur aspect (coloration très foncée) et leur croissance faible. Beaucoup d'autres hybridations ont été réalisées depuis lors. Malheureusement, des croisements entre O. niloticus femelle et O. aureus mâle ne fournissent pas systématiquement 100% d'individus mâles mais un taux de mâles qui se situerait entre 80 et 90% (Mires, 1977). De plus, les taux de croissance observés sont en général intermédiaires entre ceux des deux parents, et de faibles taux de reproduction, probablement liés à des incompatibilités partielles entre les espèces parentales, sont constatés. A cela, s'ajoute le délicat entretien en station de lignées « pures » de géniteurs indispensables à l'obtention des hybrides. Cette technique n'est, donc, pratiquement plus utilisée à l'échelle commerciale pour la production de cohortes monosexes mâles. Toutefois, elle continue d'être utilisée en Israël pour bénéficier de la meilleure résistance aux bases températures d'O. aureus, mais les hybrides sont en général masculinisés par des traitements hormonaux.

I.4.3 Production d'individus homogamétiques mâles YY

Cette méthode réside sur la production de géniteurs mâles et femelles homogamétiques dans leur génotype sexuel. Il en existe deux cas de figure selon l’espèce du tilapia.  Premier cas : ce procédé concerne les espèces de tilapia à hétérogamétie femelle (WZ) telles qu’O. aureus, O. hornorum, O. machrochir (Guerrero, 1974). Le protocole commence par une production d'individus femelles obtenus avec l'utilisation d'hormones féminisantes sur les alevins qui serviront plus tard de géniteurs (Figure 4). Ainsi, après inversion sexuelle par des hormones féminisantes, un testage permet d'identifier les néo-femelles (Femelle de génotype ZZ). En effet, une néo-femelle ZZ croisée ave un mâle non traité ZZ conduit à la production de 100% d'animaux ZZ, de phénotype mâle (Mélard, 1995).

~ 14 ~

Géniteurs F0

Descendance F1

Néo-femelle

Descendance F2 100% mâle

Figure 4 : Schéma du protocole de production des individus monosexes mâles chez les espèces de tilapias à hétérogamétie femelle (adapté de Georges and Pandian, 1995)

 Deuxième cas : Chez O. niloticus, une telle approche est plus complexe du fait de l'hétérogamétie mâle XY. Une étape supplémentaire est, donc, nécessaire à l'obtention d'une population monosexe mâle (Figure 5) : - Des néo-femelles (XY) sont d'abord obtenues par féminisation et testage ; - Le croisement de ces néo-femelles avec des mâles classiques (XY) aboutit à une sex-ratio qui comprend 50% de mâles classiques (XY), 25% de mâles « super-mâles » (YY) et 25% de femelles (XX) ; - Ces « super-mâles » de génotype novice sont par la suite utilisés comme géniteurs produisant idéalement, à chaque reproduction avec des femelles classiques, des populations monosexes mâles.

Géniteurs F0

Descendance F1

Néo-femelle

Descendance F2

Super-mâle Descendance F3

Figure 5 : Schéma du protocole de production des individus monosexe mâle chez les espèces de tilapias à hétérogamétie mâle (Adapté de Georges and Pandian, 1995)

~ 15 ~

Pourtant, des pourcentages variables de femelles (normalement moins de 5%) inattendues sont souvent observés dans les descendances de géniteurs « super-mâles » YY (Scott et al., 1989). Ces déviations par rapport aux pourcentages théoriques découlent du fait que la différenciation sexuelle chez le tilapia ne dépend pas uniquement des chromosomes XY/XX. Néanmoins, bien que laborieuse et longue, cette méthode a l'avantage de permettre la commercialisation de poissons qui n'auront pas été en contact direct avec les stéroïdes sexuels.

I.4.3 Production d'individus stériles

Une dernière solution permettant de contrôler la reproduction est la production d'individus stériles. Cette technique, réalisée jusqu'ici par deux approches, l'une stéroïdienne par l'utilisation de doses massives d'androgènes, et l'autre génétique par la polyploïdisation (individus 3n), n'a pas encore donné de résultats satisfaisants (Naoual, 2013). Toutefois, l’utilisation de certaines substances inhibitrices de la fertilité comme la poudre de graine de papayer sont en train d’être expérimentés chez O. niloticus avec des résultats encourageants (Magblénou et al., submitted).

I.4.4 Inversion sexuelle hormonale

L'inversion hormonale du sexe consiste en l'utilisation d'hormone stéroïdiennes, soit mâle (méthyltestosterone), soit femelle (ethynyloestradiol) pour la production de populations monosexes mâles ou femelles, respectivement. Les stéroïdes sexuels incorporés dans l’alimentation pour le contrôle de la reproduction seraient principalement impliqués dans la régulation de la différenciation du sexe, de la gamétogenèse et de la reproduction elle-même. Les stéroïdes sexuels tels que 17-α-méthyltestosterone agissent sur les récepteurs des androgènes pendant la période de différenciation sexuelle comme des facteurs morphogéniques. Ils agissent, aussi, sur ces récepteurs pendant la maturation sexuelle, comme des facteurs activateurs (Adkins-Regan, 1981). Yamamoto (1953) fût le premier à réussir une complète inversion hormonale du sexe et plus tard a établi les critères pour un traitement hormonal efficace (Yamamoto, 1969) : - les stéroïdes sexuels doivent être administrés avant toute différenciation gonadique, à une dose dépendante de l'espèce traitée et de la nature du stéroïde (Guerrero, 1982; Pandian and Varadaraj, 1987); - les traitements hormonaux doivent être poursuivis jusqu'après la période de différenciation sexuelle (Baroiller, 1988).

~ 16 ~

Toutefois, plusieurs méthodes ont été développées pour l'administration des hormones aux poissons, mais chez le tilapia, le traitement par voie alimentaire entre 0 à 28 jours après éclosion est le plus utilisé. Crim (1985) classifie ces méthodes en méthodes aiguës et en méthodes chroniques. Les méthodes aiguës comprennent: - l'injection intramusculaire ou injection dans la cavité du corps de l’hormone; - l'administration de l’hormone dans l'eau de l'aquarium; - l'immersion ou balnéation, fréquemment utilisées chez les salmonidés. Les méthodes chroniques comprennent : - les traitements par voie alimentaire; - les capsules silastiques; - les graines de cholestérol; - la pompe osmotique.

I.4.5 Inversion sexuelle thermique

La température est le principal facteur environnemental pouvant contrôler ou influencer la différenciation du sexe chez les poissons. Il existe deux groupes de poisson à déterminisme sexuel thermosensible. Le premier groupe est constitué des espèces de poissons dont le déterminisme sexuel est strictement modulé par la température qui sont dites TSD «Temperature-dependent Sex Determination» (Déterminisme du sexe dépendant de la température). Le second groupe compte les espèces dont la température peut moduler le déterminisme génétique, c'est-à-dire le déterminisme sexuel est dépendant de facteurs génétiques mais pouvant être modulés par l’action de la température, elles sont dites (GSD+TE). O. niloticus ferait partie de ce dernier groupe. En effet, chez le tilapia du Nil, le sexe est génétiquement déterminé en dessous de 32 °C. Une exposition pendant 28 jours à partir de la résorption vitelline (début alimentation exogène) à des températures supérieures à 32 jusqu’à 37 °C induit une masculinisation de femelles génotypiques (Baroiller et al., 1995). Pour être efficaces, les traitements thermiques doivent débuter avant le début de la différenciation histologique, et couvrir partiellement cette période critique. Cette période correspond en général à la période hormono-sensible. Les femelles masculinisées obtenues après traitement thermique sont qualifiés de « thermo-neomâles ».

L’efficacité de tels traitements est, cependant, très variable d’une famille à l’autre. Certains couples de géniteurs pouvant donner des descendances hautement thermosensibles et d’autres

~ 17 ~ des descendances insensibles avec des sex-rations équilibrées (Baroiller et al., 1995; Baroiller et D'Cotta, 2001; Baras et al., 2001; Tessema et al., 2006). Aussi, l’origine géographique de par les conditions climatiques notamment, contribue à la différence de thermosensibilité des différentes souches d’espèces de tilapias cultivées. De ce fait, cette méthode demande plus d’études et de données protocolaires pour son utilisation dans la production de tilapia à l’échelle commerciale. Toutefois, dans ce contexte aquacole, le décryptage des mécanismes environnementaux modulant la différenciation gonadique comme la température ouvrirait une voie au développement de nouvelles méthodes de contrôle du sexe chez O. niloticus comme alternative aux traitements stéroïdiens actuels utilisés pour la production des néomâles.

I.5. Conséquence des hormones administrées dans l’organisme du poisson

I.5.1 Devenir des hormones administrées dans l’organisme du poisson

Plusieurs études ont été menées sur le devenir des stéroïdes utilisées pour le contrôle du sexe chez les poissons (Hishida, 1965; Piferrer and Donaldson, 1994; Baroiller et al., 1987; Johnstone et al., 1983; Curtis et al., 1991). Il apparait que les stéroïdes sexuels sont éliminés après leur métabolisme dans les tissus. En effet, quelques jours après la fin des traitements, moins de 1% de la dose initiale de stéroïdes demeure dans l'organisme du poisson (Rothbard et al., 1990 ; Piferrer & Donaldson, 1994). Il n'y aurait, donc, pas de risque à consommer des poissons traités aux stéroïdes exogènes quelques semaines seulement après le traitement. Pourtant l’utilisation d’hormones, bien qu’autorisée dans certains pays comme les USA, le Brésil et dans certains pays d’Asie, est par contre, interdite en France et en Angleterre en raison de la méconnaissance des effets de la dégradation des stéroïdes artificiels sur l'environnement.

I.5.2 Conséquences sur les performances de reproduction

Etant donné la variété de fonctions attribuées aux hormones sexuelles dans la différenciation sexuelle, la maturation sexuelle, la gamétogenèse et l’expression des comportements reproducteurs, des modifications du métabolisme stéroïdien pourraient avoir de nombreuses conséquences sur la biologie reproductive (Schulz et al., 2010). En comparant le développement testiculaire des mâles XY et YY, Herrera et al. (2001) ont observé une histogenèse et une spermatogenèse plus rapides chez les mâles YY, conduisant à une puberté précoce et au développement de testicules de plus grande taille. Ceci suggère que ces individus pourraient avoir des capacités reproductives supérieures aux mâles XY. Cependant, entre 70 et 140 jours poste fécondation (période d’acquisition de la maturité sexuelle chez les mâles), les

~ 18 ~ mâles XY grandissent plus vite que les mâles YY. Ces différences pourraient résulter de facteurs génétiques de croissance portés par les chromosomes sexuels et de différences d’investissement énergétique dans le développement des gonades (Toguyeni et al., 2002).

I.5.3 Conséquences sur le comportement

Chez O. aureus, espèce à déterminisme génétique ZW, la production d’œufs par les femelles n’est pas affectée par le génotype sexuel. Les femelles ZW et les femelles sexuellement inversées ZZ (pseudofemelles) présentent une fécondité, un poids moyen des œufs et un profil saisonnier de ponte identiques. Cependant, lorsque les deux types de femelles sont en compétition pour la reproduction (10 femelles ZW, 10 pseudofemelles ZZ et 3 mâles ZZ dans le même bassin), le taux de reproduction des pseudofemelles est largement inférieur à celui des femelles, d’après Desprez et Mélard (1998). Ils suggèrent que les traitements hormonaux d’inversion du sexe n’induisaient pas une féminisation complète de l’individu et qu’une agressivité plus élevée liée à l’expression du génotype sexuel perturberait les comportements reproducteurs, diminuant le succès de la reproduction. Cette hypothèse a été confirmée par Ovidio et al. (2002) qui ont observé une agressivité plus élevée des pseudofemelles par rapport aux femelles ZW lorsqu’elles sont maintenues ensemble. Les pseudofemelles semblent, par ailleurs, être plus agressives envers les mâles et n’expriment pas de comportements de parade sexuelle avant de déposer leurs œufs qui ne sont pas fécondés par le mâle. A ce jour, aucune donnée comparable n’existe chez une espèce à hétérogamétie mâle.

~ 19 ~

CHAPITRE II : ETUDE EXPERIMENTALE

3

CHAPITRE II : ETUDE EXPERIMENTALE

II.1. Présentation de la structure d’accueil

II.1.1 Agence Nationale de l’Aquaculture

L’Agence Nationale de l’Aquaculture (ANA) est une structure administrative placée sous l’autorité du Ministère de l’économie et des affaires maritimes. Elle est chargée d’identifier et de mettre en valeur les sites favorables à l’aquaculture marine et continentale. L’ANA s’acquitte, aussi, d’une mission d’appui-conseil à l’Etat et aux professionnels dans la mise en œuvre de la politique en matière d’aquaculture. De par les spécificités liées à l’aquaculture, l’ANA travaille aussi en collaboration avec les ministères de l’écologie et de la protection de la nature, de l’agriculture et de l’équipement rural. La mission d’identification des sites favorables à l’aquaculture met en relation directe l’ANA au ministère en charge du domaine national. L’ANA dispose, ainsi, d’un rôle de relais, d’expertise autant pour les associations de producteurs que pour l’Etat.

L’ANA est subdivisée en quatre zones ou Antennes dont l’antenne de la Zone Nord couvrant les régions de Saint Louis, Louga et Matam. Elle renferme les bureaux régionaux de Matam et Richard-Toll et l’écloserie de crevette à Saint-Louis.

II.1.2 Bureau de Richard Toll

La commune de Richard-Toll est établie sur les bords du fleuve Sénégal (16°27’N, 15°42W), de part et d’autre du marigot de la Taouey qui relie le fleuve Sénégal au lac de Guiers. Richard- Toll se trouve à 106 km de la ville de Saint-Louis et à 28 km de Dagana. Elle est limitée au Nord par le fleuve Sénégal, à l’Est par la communauté de Gaé, au Sud par la communauté de Mbane et à l’Ouest par la communauté de Ronkh (Figure 6).

Figure 6 : Carte de la région de Saint-Louis (source : www.au.senegal.com)

~ 20 ~

Le bureau de Richard-Toll, en plus de son siège, dispose de deux stations piscicoles : la station de Thiabakh et la station de la Compagnie Sucrière Sénégalaise (CSS). Le poisson chat africain Clarias gariepinus et le tilapia O. niloticus sont les deux espèces qui y sont élevées.

 Siège ou Antenne

Le siège ou Antenne Nord est créé en 2011. Il se situe derrière la caserne des sapeurs-pompiers, à côté de l’Hôtel Taouey en face du fleuve Sénégal. Il abrite les bureaux, 10 bassins de reproduction en béton de 10 m3 chacun et 01 écloserie avec 10 bacs en fibre de verre, 03 bassins de larviculture en béton de 10 m3 chacun. Il est alimenté en eau par une moto pompe placée dans le fleuve Sénégal.

 Station Thiabakh

La station est créée vers les années 1980 - 1981. Elle fût d’abord gérée par le service des eaux et forêts et l’USAID. De 2001 à 2004, la station était gérée par la Direction de la Pêche Continentale et de l’Aquaculture (DPCA) et la coopération taïwanaise. Mais de 2005 en 2008, la gestion de la station était assurée seulement par la DPCA. A partir de 2008, la gestion était assurée conjointement par l’ANA et la DPCA. Depuis 2009, la station est gérée par l’ANA. Elle se situe au service des eaux et forêts de Richard Toll à côté quartier de Thiabakh près de la Laiterie du Berger « Dolima». Elle est alimentée en eau par le canal de la CSS et abrite 03 bâtiments avec 07 magasins et un autre en cours de construction. En ce qui concerne les infrastructures d’élevage, elle comprend 01 étang de 1250 m2 non fonctionnel, 14 étangs fonctionnels dont 05 de 240 m2 ; 04 de 400 m2 ; 02 de 1000 m2 ; 01 de 1250 m2 ; 01 de 2600 m2 et 01 de 2900 m2 chacun, 01 écloserie non fonctionnelle et 09 bassins en béton, tous en état de délabrement très avancé.

 Station Compagnie Sucrière Sénégalaise (CSS)

La station de la CSS est créée en 2001 par la CSS dans le cadre de sa lutte biologique avec la carpe chinoise contre les herbes envahissants ses canaux d’irrigation. Depuis la fin de ce projet, elle est gérée par l’ANA. Elle se situe à 05 km au Nord Est de Richard-Toll sur la route de Guidakhar. Elle abrite 08 bassins en béton, 08 étangs et un containeur servant de magasin.

~ 21 ~

II.1.3 Cadre biophysique

Richard-Toll se situe en plein cœur de la vallée du fleuve Sénégal à l’extrême Nord-Est du territoire. Cette zone sahélienne se distingue par un relief assez plat qui est généralement inférieur à 100 m d’altitude. Le milieu bioclimatique a toujours été tropical dans la vallée avec l’alternance des saisons sèche et humide. Richard-Toll se caractérise, aussi, par la présence de sols lourds hydromorphes. En effet, avec la forte crue du fleuve Sénégal, les eaux drainent les limons de berge et se décantent, engendrant ainsi une couche d’argile brune (de type vertisol) qui tapisse le fond de ces cuvettes. Au niveau de ces cuvettes, des zones très argileuses sont distinctes comme c’est le cas du sol de la station piscicole. La population de la localité est constituée pour une grande part des Toucouleurs suivis de celle des Soninkés. On y croise d’autres ethnies comme les Wolofs, Bambaras, Peuls, etc. Les activités économiques y sont dominées par la culture et l’exploitation de la canne à sucre, l’agriculture (riziculture, maraîchage et culture de décrue dans la partie proche du fleuve appelée ‘‘Walo’’, la culture pluviale dans la partie méridionale appelée ‘‘Diéri’’) et l’élevage extensif pratiqué principalement dans le ‘‘Diéri’’. Les cultures vivrières sont constituées pour l’essentiel de mil, sorgho, maïs et patate douce. La pêche est pratiquée de façon artisanale sur le fleuve Sénégal, le lac de Guiers et sur les différents marigots et mares. Malgré les efforts déployés pour son développement, la pisciculture y est encore timide.

~ 22 ~

II.2. Matériel

II.2.1 Matériel biologique

Dans le but d’obtenir une population de larves de même âge, afin de réaliser une inversion hormonale du sexe, une reproduction d’O. niloticus de souche sénégalaise a été lancée. Les géniteurs provenaient de la station piscicole de Richard-Toll (Annexe 2). Le choix des géniteurs s’est faite de manière minutieuse, seules les femelles ayant un poids minimal de 200 g sont gardées. Une préférence est portée sur celles qui semblaient prête à pondre, c’est-à-dire présentant des signes de maturité ovulatoire tels que abdomen très ventru, l’orifice génital un peu plus enflé que la normale et de couleur rouge. Les mâles sont de plus grande taille que les femelles avec un poids moyens de 300 g. Ils sont discernables vis-à-vis des femelles par le dimorphisme sexuel au niveau de la papille génitale (Figure 7). Cette papille est chez le mâle, protubérante en forme de cône avec un pore urogénital à l'extrémité, alors que chez la femelle, elle est petite, arrondie avec une fente transversale au milieu (pore génital) et un pore urinaire à l'extrémité.

Figure 7 : O. niloticus souche sénégalaise provenant de la station piscicole de Richard-Toll (A = femelle de 250 g ; B = mâle de 300 g)

II.2.2 Structures d'élevage

L’étude expérimentale est essentiellement effectuée au siège de l’antenne de l’ANA à Richard- Toll. Principalement deux dispositifs d'élevage ont servi pour la présente étude : les bassins en béton de la station piscicole et l’écloserie.

~ 23 ~

II.2.2.1 Bassins de reproduction

Ce sont des bacs rectangulaires en béton armé, servant à l’élevage des géniteurs, de capacité 10 m3 chacun (Figure 8). L’alimentation de ces bassins en eau se fait de façon continue par un système à circuit ouvert, alimenté en eau par une moto pompe placée dans le fleuve Sénégal.

Figure 8 : Bassins en béton de 10 m3 chacun de la station piscicole de Richard-Toll

II.2.2.2 Écloserie

Les différentes phases larvaires sont séparées afin de mieux contrôler toutes les étapes d’élevage. Elles sont élevées dans deux salles :  la salle d’incubation où sont entreposés les œufs de Tilapia jusqu’à leurs éclosions. Le système d’incubation se compose principalement, de six (06) carafes d’incubation et six (06) clayettes de stockage de nouvelles larves (Figure 9A) ;  la salle d'élevage larvaire (ou nurserie) où sont élevées les alevins jusqu'au stade juvénile. Elle comprend 10 bacs en fibre de verre de capacité 1,6 m3 chacun (Figure 9B).

Figure 9 : Ecloserie de la station de l’ANA de Richard-Toll (A = salle d’incubation ; B = salle d'élevage larvaire A) ~ 24 ~

L'écloserie utilise l'eau douce du fleuve, par un système à circuit ouvert, alimenté en eau par une moto pompe placée dans le fleuve Sénégal. Celle-ci doit toujours être en parfait état de fonctionnement car une panne peut entraîner l'arrêt provisoire du fonctionnement de l'écloserie et des risques de perte des élevages en cours.

II.2.3 Matériel de laboratoire

II.2.3.1 Hormone 17-alpha-méthyl-testostérone

L’hormone 17-α-méthyl-testostérone est un stéroïde synthétique insoluble dans l’eau mais soluble dans l’alcool. Il se décompose lentement lorsqu'il est exposé aux rayons solaires UV. Aussi, l’hormone est chimiquement désactivée par les températures élevées. Elle peut provoquer l'apparition de cancer chez l'être humain, pour qui elle est d'ailleurs considérée comme une substance dangereuse. La personne chargée de préparer l’aliment avec cette hormone doit prévenir tout risque de contamination. L’hormone est absorbée directement par la peau humaine. Mais elle peut, aussi, être absorbée avec les particules d’aliment inhalées sous forme de poudre. Lors de la préparation de l’aliment, nous avons travaillé dans un lieu bien aéré, et utilisé des gants en plastique et un masque respiratoire de type FFP2 (Figure 11a), pour éviter la contamination aérienne.

II.2.3.2 Equipement

La transparence est mesurée à l’aide de disque de Secchi de format standard. Il s’agit d’un disque de plexiglas ou de métal circulaire dont le diamètre est de 20 centimètres. Il est séparé en quatre parties, chaque quart de cercle étant, en alternance, noir ou blanc. Une corde graduée est accrochée au disque de Secchi (figure 10).

Figure 10 : Disque de Secchi

~ 25 ~

Le matériel utilisé pour préparer l’aliment avec l’hormone est constitué d’une balance de précision à 0,01g (Figure 11b), de l’hormone 17-α-MT (Figure 11c), de la verrerie graduée de laboratoire, (Figure 11d), de l'alcool éthylique à plus de 95% (Figure 11e), un récipient en plastique, un tamis de 0,5 mm pour faire le mélange (Figure 11f).

a b c d e f

Figure 11 : Matériel utilisé pour préparer l’aliment avec l’hormone (a : masques respiratoires b : balance de précision ; c : l’hormone17-α-MT ; d : verrerie de laboratoire ; e : l'alcool éthylique ; f : récipient en plastique et un tamis)

II.3. Méthodes

Pour procéder à l’inversion sexuelle hormonale, les alevins de tilapias sont nourris strictement avec un aliment contenant du 17-α-MT à une dose de 60 mg.kg-1 d'aliment. L’administration de cette alimentation hormonée débute dès la résorption vitelline des alevins jusqu'à l’âge de 3 à 4 semaines, ce qui coïncide avec la période de différenciation sexuelle. Au terme du traitement, les alevins arrêtent de recevoir l´hormone en question et sont nourris avec un aliment ordinaire. En principe, ce traitement permet d'obtenir 95 à 100 % de mâles composés en réalité de males à génotype masculin (XY), et de mâles à génotype femelle (XX), découlant de l’inversion des femelles. L’expérience est réalisée en conditions intensives comme recommandé (Baroiller, 1996) pour faire en sorte que les alevins ne puissent ingérer que l'aliment hormoné au 17-α-MT. Cinq lots d’alevins ont subis un traitement hormonal sur des intervalles de temps déterminé. Le but est de déterminé la durée d’administration avec laquelle le taux de mâles obtenus est le plus important. Ainsi, les durées d’administration sont établies comme suite : - Lot 1 : les larves sont nourries avec un aliment dépourvu d’hormone 17-α-MT ; - Lot 2 : les larves sont nourries à un aliment contenant du 17-α-MT pendant 7 jours ; - Lot 3 : les larves sont nourries à un aliment contenant du 17-α-MT pendant 14 jours ; - Lot 4 : les larves sont nourries à un aliment contenant du 17-α-MT pendant 21 jours ; - Lot 5 : les larves sont nourries à un aliment contenant du 17-α-MT pendant 28 jours.

~ 26 ~

II.3.1 Préparation de l'aliment avec l'hormone

II.3.1.1 Préparation de la solution hormonale (ou solution mère)

La solution mère est préparée en mélangeant 1 g d’hormone dissoute dans 1 000 ml d’alcool éthylique (95%). La solution mère, ainsi, préparée à une concentration de 1 mg de 17-α-MT /ml de solution. Cette solution est gardée au réfrigérateur à l’abri de la lumière. La solution est mise dans un flacon en verre de couleur ambrée. Le flacon est étiqueté en indiquant la date de préparation de la solution. La solution mère de la 17-α-MT a une durée de vie utile supérieure à 90 jours si réfrigérée à moins de 20 °C. L’avantage de préparer une solution mère est d’avoir en permanence une solution de 17-α-MT prête à l’utilisation durant toute la durée des expériences. Du coup, nous n’avions pas à refaire une préparation de 17-α-MT à chaque fois. Aussi, cela limite le contacte directe du préparateur avec l’hormone.

II.3.1.2 Préparation de l'aliment

L'aliment utilisé est formulé à base de produits pouvant être trouvé au niveau local avec au moins 35 % de protéines pour alimenter les larves de tilapias qui viennent de naître et leur administrer, par la même occasion, du 17-α-MT (Tableau 2). Etant donnée la taille réduite des bouches des larves, l’aliment est finement moulu ; puis passé à travers un tamis de 0,5 mm afin d’éliminer les particules de grande taille.

Tableau 2 : Composition et proportion des ingrédients de l’aliment utilisé

Ingrédients g/kg Protéines g protéines.kg-1 Lipides g lipides.kg-1 % % Farine de poisson 600 45 270 15 90 Tourte d'arachide 200 40,53 81,06 9,12 18,24 Farine de brisure 60 22 13,2 5,11 3,066 de mais Son de mil 100 10 10 6,62 6,62 Prémix minéral 10 Prémix vitamine 10 Huile de poisson 20 20

Protéines estimées 37,43 374,26

Lipides estimés 13,79 137,926

~ 27 ~

II.3.1.3 Incorporation de l'hormone dans l'aliment

Le processus d’incorporation de l’hormone dans l’aliment a consisté à réaliser une solution de travail qui est, ensuite, mélangée à 1 kg d’aliment.

 Préparation de la solution de travail

La solution de travail est préparée selon les phases suivantes : 1) 60 ml de la solution mère d’hormone sont prélevés à l'aide d'une pipette; 2) puis les 60 ml sont versés dans un bécher et l’alcool y est ajouté jusqu'à atteindre 500 ml (Figure 12a) ; 3) une solution de 0,12 mg de17-α-MT.ml-1 est, ainsi, obtenue.

 Incorporation du 17-α-MT

Pour incorporer du 17-α-MT dans l’aliment : 1) un kilogramme d’aliment est pesé dans un récipient en plastique (Figure 12b) ; 2) 500 ml de solution d’hormone de travail contenue dans le verre mesureur sont versés sur l’aliment dans un récipient en plastique (Figure 12c) ; 3) le tout est mélangé, en prenant garde que l'ensemble de l’aliment s'imprègne de la solution (Figure 12d) ; 4) L’aliment humide est, ensuite, étalé sur une bâche et séché à l’ombre pour que l’alcool s’évapore le plus vite possible. L’évaporation de l’alcool peut prendre plusieurs heures. Mais pour être sûr que l’alcool s’est totalement évaporé, nous avons laissé sécher l’aliment hormoné durant 24h (Figure 12e) ; 5) Une fois séché, l’aliment hormoné est mis dans un sac en plastique et le tout est gardé à l’abri de la lumière, dans un réfrigérateur à moins de 20 °C, pour une utilisation ultérieure.

a b c d e

Figure 12 : Procédé de préparation de l’aliment hormoné

~ 28 ~

II.3.2 Mise en charge des bassins de reproduction

Deux semaines avant le début de l’expérience et après identification des géniteurs ; ces derniers sont mis en charge. Une sélection de 180 femelles et 60 mâles sont répartis dans six bassins en béton de 10 m3 de volume chacun, pour la reproduction. Leur poids moyen est de 200 g pour les femelles et de 250 g pour les mâles. La sex-ratio est de un (01) mâle pour trois (03) femelles soit 30 femelles et 10 mâles dans chaque bassin. Les géniteurs sont alimentés trois fois par jour : (09h, 13h et 17h) avec une ration de 30% de la biomasse totale.

II.3.3 Récolte des œufs

Les pontes sont vérifiées chaque trois (03) jour à partir du huitième jour du lancement de la reproduction. L’inspection est faite manuellement par capture de chaque femelle, ouverture de la cavité buccale et observation de la présence ou non d’œufs. En cas d’inspection positive (Figure 13), les œufs sont récupérés délicatement (la femelle crache les œufs dès que l’on ouvre la bouche) dans un récipient contenant de l’eau. La femelle est, ensuite, pesée avant d’être relâchée dans le bassin.

Figure 13: Inspection des œufs dans la cavité buccale d’une femelle O. niloticus

II.3.4 Incubation des œufs

Les œufs récoltés sont pesés, dénombrés et classés selon leur stade de développement. Pour estimer le stade de développement, on se base généralement sur la couleur des œufs. L’œuf récemment pondu est de couleur crème-jaunâtre. Cette couleur jaune tire vers le brun avec la maturation de l’embryon. En outre, la totalité de la ponte de chaque femelle est pesée aussitôt après récolte, puis notée. Ensuite, 50 œufs sont prélevés puis de nouveau sont pesés et leur poids est également noté. En conséquence, connaissant le poids de 50 œufs, cela permet de déduire le nombre total des œufs par ponte. Les œufs sont par la suite placés en incubation en écloserie dans des carafes d’incubation. ~ 29 ~

En milieu naturel, la femelle pratique l'incubation des œufs dans sa bouche. En effet, l’eau entrant dans la cavité buccale lors de la respiration du poisson, ressort par les opercules. La femelle maintient, ainsi, les œufs en mouvement continu dans sa bouche par le processus de cette respiration. On pense que ce mouvement permet aux œufs de recevoir l’oxygène dissous dans l’eau passant par la bouche du poisson. L’incubation artificielle consiste à imiter ce processus naturel que pratique la femelle avec les œufs dans sa cavité buccale, en les maintenant suspendus artificiellement par un faible courant d’eau oxygénée à une température entre 25 et 30 °C (Figure 14).

Figure 14 : Incubation artificielle d’œufs d’O. niloticus en écloserie

L’avantage de l’incubation artificielle est d’être certain que les larves obtenues, sont d’âges aptes à la réversion sexuelle. En effet, l’utilisation d’hormones dans le processus de réversion sexuelle ne marche que chez les poissons de moins de 12 mm de long. L'hormone n'a aucun effet sur les poissons de taille supérieure, car les gonades à ce stade ont déjà commencé à se développer.

II.3.5 Récolte et estimation des larves

Au bout de 24 à 48h, la plupart des œufs en incubations ont éclos. Les larves sont récupérées et stockées dans des bassines en plastique jusqu’à la résorption de la vésicule vitelline entre trois (03) et quatre (04) jours. Après l'absorption complète du vitellus, les larves sont maintenant devenues des alevins. Elles sont, ensuite, comptées avant de passer au traitement hormonal.

La méthode adoptée pour le comptage des alevins est "la technique du volume d'eau déplacé". Cette technique consiste à : - ajouter un volume d’eau donné dans un verre mesureur et noter ce volume initial (Vi) (Figure 15a) ; - un nombre (N) connus d’alevins est, ensuite, introduit dans le verre mesureur. Il se produit alors une augmentation du volume de l’eau dans le verre mesureur. Ce nouveau volume (Vf), ainsi, obtenu est également noté (Figure 15b) ; ~ 30 ~

- la différence entre le volume final (Vf) et le volume initial (Vi) correspond au volume qu’occupe l’ensemble des alevins introduit dans le verre mesureur. Ce volume est noté (V) (Figure 15c); - le volume moyen (Vm) qu’occupe chaque alevin dans le verre mesureur est calculé comme suit: Vm = V / N ; - Connaissant le volume moyen de chaque alevin, d’autres alevins peuvent être ajoutés dans le verre mesureur sans qu’on ait besoins de les compter à chaque fois. Leur nombre (N) est estimé grâce au volume d'eau déplacé lors de chaque ajout d’alevins, et non plus en les comptant : N = V / Vm

a b c

Figure 15 : Méthode de comptage des larves

II.3.6 Mise en charge des clayettes et traitement hormonal

Après résorption vitelline, 2 000 alevins sont sélectionnés et répartis dans cinq (05) clayettes d’inversion sexuelle dans la salle d’incubation. La répartition et les durées de traitement sont consignées dans le tableau 3. La ration alimentaire journalière est de 30% de la biomasse totale jusqu'à 30 jours post- fécondation. Cette ration est ajustée toutes les deux semaines et subdivisée en cinq (05) prises par jour : à 9h, 11h, 13h, 15 et 17h.

Tableau 3 : Répartition des lots d’alevins

Nombre Désignation Durée du traitement Notation d’individus Lot 1 (lot témoin) 400 00 jours (pas de Lot-T traitement) Lot 2 400 07 jours Lot-7j Lot 3 400 14 jours Lot-14j Lot 4 400 21 jours Lot-21j Lot 5 400 28 jours Lot-28j

~ 31 ~

II.4. Elevage post-traitement hormonal

II.4.1 Conditions d'élevage et suivi de la croissance

Après traitement, les alevins de chaque lot sont à nouveau dénombrés pour déterminer le taux de mortalité (M1), avant d’être transférés dans les bacs en fibre de verre dans la salle d’élevage larvaire de la station. Les alevins sont, ensuite, élevés jusqu’à l’âge de 4 mois. Durant cette période, ils sont toujours nourris cinq (05) fois par jour avec l’aliment local fabriqué à la station de Richard-Toll (Tableau 2). L'enlèvement des restes d'aliments au fond des bacs et le nettoyage des bacs sont effectués toutes les deux semaines jusqu'à la fin de l'expérimentation. Par ailleurs, deux (02) paramètres ont fait l’objet d’un contrôle régulier : - la température de chaque bacs est relevée quotidiennement trois (03) fois par jours (8h ; 13h et 17h) à l’aide d’un thermomètre à mercure (précision 0,1) (Annexe 3 et 4); - la transparence de l’eau quant à elle, est mesurée chaque semaine à l’aide de disque de Secchi. La turbidité est due à la quantité de matières minérales ou organiques insolubles et en suspension dans l’eau. Elles incluent les argiles, les sables, les limons, les matières organiques et minérales de faible dimension, le plancton et autres micro-organismes de l’eau. La quantité de matières en suspension varie notamment selon les saisons et le régime d’écoulement des eaux. Ces matières affectent la transparence de l’eau et diminuent la pénétration de la lumière et, par suite, la photosynthèse. En effet, durant hivernage, période à laquelle cette étude est effectuée, l’eau du fleuve qui alimente la station est très turbide du fait de l’érosion des sols due au ruissellement des eaux de pluies et de la remontée du niveau des eaux du fleuve (Annexe 5). Pour le reste, la technique de mesure consiste à faire descendre doucement dans l’eau le disque de Secchi jusqu’à ce qu’on le perd de vue. Puis on le fait remonter pour qu’il réapparaisse, puis redescendre de nouveau afin de trouver le point exact où il disparaît. On marque ce point à l’aide d’une pince que vous sur la corde, exactement à la jonction de l’air et de l’eau. - Le poids et la taille des individus sont relevés pour étudier la croissance dans les différents lots (Annexe 6, 7 et 8). Pour cela, un échantillonnage de dix (10) alevins est effectué dans chaque lot, chaque semaine jusqu'à la fin de l'expérience.

II.4.2 Paramètres zootechniques et indices calculés

Pour estimer la croissance des poissons au cours de l’expérience et caractériser l’influence des différents traitements hormonés sur les alevins, différents paramètres zootechniques et indices suivants ont été calculés : ~ 32 ~

 Taux de mortalité (TM)

La mortalité dans chaque lot d’alevins est déterminée à deux reprises :  elle est, d’abord, déterminée après la fin de l’ensemble des traitements hormonaux (28 jours

après résorption vitelline), avant le transfert des alevins dans les bacs en fibre de verre (M1),

 puis à la fin de l’expérience juste avant le sexage des alevins (M2). Le taux de survie (TS) est estimé à partir du taux de mortalité (TM) tel que : - Taux de survie = 100 – TM Sachant que :

TM = (Nombre d'individus morts / Ni) x 100

Avec le Nombre d’individus morts = Ni - Nf

Ni = Nombre initial d’alevins ; Nf = Nombre final d’alevins.

 Gain de masse corporelle (GPM)

Appelé couramment gain de poids moyen, cet indice permet d’évaluer la croissance pondérale des poissons pendant un intervalle de temps donné. Il est calculé comme suit :

GPM (g) = Poids moyen final (g) – Poids moyen initial (g)

 Croissance individuelle journalière (CIJ)

Appelé encore gain de poids quotidien (GPQ), cet indice permet d’apprécier le gain de poids journalier des poissons en élevage. Il est utilisé en aquaculture pour estimer la production de poisson après une certaine période: Il est déterminé comme suit :

CIJ (g/j) = Poids moyen final (g) – Poids moyen initial (g)

Durée d’élevage (j)

 Taux de croissance spécifique (TCS)

Le taux de croissance spécifique (TCS) donne la vitesse instantanée de croissance des poissons. Cet indice de croissance permet d'évaluer le gain de poids par individu chaque jour, exprimé en pourcentage de son poids vif. Il est déterminé par la formule suivante :

TCS (%/j) = [ln (poids moyen final) - ln (poids moyen initial)] X 100 Durée d’élevage (j)

~ 33 ~

II.4.3 Sexage

Le sexage est effectué à l’âge de trois (03) mois et a porté sur un échantillon de 100 alevins de chaque lot. Il est fait selon la technique dite du squash gonadique (Guerrero and Shelton, 1974) avec coloration. A défaut d’obtenir l’aceto-carmin qui normalement est le colorant indiqué pour cette technique, le bleu de méthylène à 1% a été utilisé comme colorant (Figure 16).

Figure 16 : Bleu de méthylène à 1%

La technique du squash gonadique est un outil fiable dès que la différenciation sexuelle est suffisamment avancée. En effet, la présence des ovocytes (prévitellogenèse) chez les femelles et l'apparition de lobules chez les mâles sont bien distinctes vers 45-50 jours post-fécondation (Baroiller, 1988).

Ainsi, les gonades localisées dorsalement dans la cavité péritonéale et reliées à celle-ci par deux fines mésentères sont isolées en écartant délicatement des intestins à l’aide de pinces fines. Une partie des gonades est prélevée et écrasée entre lame et lamelle et observée au microscope optique (x 40). Les différentes étapes sont : - euthanasie du poisson ; - dissection ; - prélèvement d’un fragment de gonade ; - dépôt du fragment sur lame plus quelques gouttes de bleu de méthylène ; - étalement entre lame et lamelle ; - observation au microscope optique (×40). La présence de cellules ovoïdes de grosses tailles (ovocytes) munies d’un noyau volumineux témoigne de la présence d’ovaires, donc, d’un individu femelle. L’existence de structures lobulaires et cystiques caractérisent la présence de tissus testiculaires, et donc, d’un individu mâle.

~ 34 ~

II.5 Analyses statistiques Les données sur les gains de poids des alevins durant l’expérience sont soumises à une analyse de variance à un facteur (ANOVA) pour comparer les poids moyens entre les lots. Ce test est précédé des tests de normalité de la distribution (Test de Shapiro) et de celui d’homogénéité des variances (Test de Bartlett) des poids des alevins dans les différents lots traités. Tous ces tests statistiques sont conclus au seuil α = 5 % et les analyses statistiques sont réalisées à l’aide du logiciel statistique R version R i386 3.0.2 (R-Team, 2013).

~ 35 ~

CHAPITRE III : RESULTATS & DISCUSSION

19

III. RESULTATS ET DISCUSSION

III. Résultats

III.1 Paramètres physico-chimiques

Les relevés quotidiens des températures de l’eau ont montré que les moyennes de ce paramètre dans les bacs étaient similaires. Cependant, une variation de la température est notée entre les moments de la journée. Les températures moyennes maximales et minimales relevées durant les expérimentations sont consignées dans le tableau 4. Nous pouvons remarquer que les températures les plus basses sont observées les mâtinés et peuvent descendre jusqu’à 19°C au mois de décembre. Quant aux températures les plus élevées, elles sont observées dans l’après- midi et peuvent atteindre 34°C au mois de septembre.

Tableau 4: Valeurs indicatives des variations de la température de l’eau des bacs entre 04 septembre et 02 décembre Mois Septembre Octobre Novembre Décembre Heures 8h 13h 17h 8h 13h 17h 8h 13h 17h 8h 13h 17h T°C minimale 24,5 29 27 21,5 29 26 19 28 25 19 27,5 26 T°C 28 34 31 28 33 31 24 31,5 30 19,5 29 28 maximale

En ce qui concerne la turbidité, les plus fortes ont été observées durant le mois d’aout et de septembre. Cette période a coïncidé avec les six semaines du lancement de la reproduction et les deux à trois semaines de l’élevage larvaire en écloserie. La transparence de l’eau mesurée à l’aide de disque de Secchi est représentée à la Figure 17.

Transparence (cm)

50 40 30 20 10 0

Dates

Figure 17 : Variation de la transparence de l’eau des bacs d’élevage en fonction du temps ~ 36 ~

III.2. Fécondité des géniteurs

Six (06) parmi les 180 femelles utilisées ont fait l’objet d’étude de la fécondité. Le poids de la femelle, le poids moyen des œufs et le nombre total d’œufs pondus sont présentés dans le tableau 5.

Tableau 5 : Fécondité des femelles O. niloticus « souche sénégalaise »

Numéro de la Poids de la Poids de la Poids moyen de Nombre d’œufs femelle femelle (g) ponte (g) 50 œufs (g) estimé F1 205 2,862 0,340 ± 0,0036 421 F2 236 4,858 0,320 ± 0,0036 759 F3 300 7,330 0,385 ± 0,0036 952 F4 340 7,190 0,365 ± 0,0036 985 F5 400 7,777 0,370 ± 0,0036 1051 F6 440 18,462 0,395 ± 0,0036 2337

Nos résultats montrent que la taille des pontes chez O. niloticus, est en corrélation avec le poids des femelles. En effet, les femelles de poids plus élevé ont les pontes les plus importantes.

III.3. Larviculture

III.3.1. Œuf récemment pondu et fécondé

L’œuf récemment pondu à un diamètre de deux (02) à trois (03) mm et est de couleur crème- jaunâtre. Cette couleur jaune tire vers le brun avec la maturation de l’embryon. Après 24 heures d'incubation, des taches de pigmentation commencent à apparaître sur l'embryon (Figure 18).

Pigmentation sur un embryon en phase d’éclosion

Figure 18 : œufs et pigmentation sur un embryon en phase d’éclosion chez O. niloticus

~ 37 ~

III.3.2. Développement post-éclosion

Larve récemment éclose (0 à 24h) : La larve qui vient juste d'éclore continue son développement en absorbant le contenu du sac vitellin. La bouche de la jeune larve ne fonctionne pas et cette dernière est encore incapable de nager à cause de la lourdeur du sac vitellin qui tarde à se détacher (Figure 19).

Figure 19 : Larve d’O. niloticus âgée de 24 heures après l’éclosion

Larve en plein développement (24 à 72h) : La taille du sac vitellin diminue au fur et à mesure que la larve se développe. Ses nageoires sont déjà présentes, mais elle ne peut toujours pas nager correctement. A ce stade, les larves mesurent entre cinq (05) et sept (07) mm (Figure 20).

Figure 20 : Larve d’O. niloticus âgée de 48 heures après l’éclosion

Larve terminant l'absorption du sac vitellin (72 à 96h) : Après 72h post-éclosion, la larve n'a presque plus de vitellus (Figure 21), mais sa bouche fonctionne, lui permettant, ainsi, d'ingérer les aliments qui lui sont fournis. Leur nage devient plus amovible. A ce stade, les larves mesurent entre sept (07) et neuf (09) mm.

Figure 21 : Larve d’O. niloticus âgée de 96 heures après l’éclosion

~ 38 ~

Alevin post-résorption vitelline (après quatre (04) jours d’existence) : après l'absorption complète du vitellus, l'alevin est capable de nager librement dans l'eau et d'ingérer des aliments. A cette étape de son développement, l'alevin mesure plus de neuf (09) mm de longueur et présente déjà la morphologie définitive d’un individu adulte (Figure 22).

Figure 22 : Alevins d’O. niloticus âgée d’une semaine après l’éclosion

Alevin âgée d’un mois : Après quatre (04) semaines d’éclosion (Figure 23), les alevins ayant subis un traitement hormonal mesurent entre 1,6 et 2 cm environ et avec un poids moyen de 0,05 g.

Figure 23 : Alevins d’O. niloticus âgés d’un mois après éclosions

~ 39 ~

III.4. Taux de survie des larves (TS)

Les résultats sur le TS sont présentés dans le tableau 6.

Tableau 6 : Taux de survie des larves dans les différents lots (Ni= nombre d’alevins initial ; M1= mortalité enregistré après l’ensemble des traitements en salle d’incubation; M2= mortalité enregistré lors de l’élevage en nurserie ; TM1= taux de mortalité en salle d’incubation ; TM2= taux de mortalité en nurserie Nf= nombre d’alevins final; TM= taux de mortalité total; TS= taux de survie total)

Lots Ni M1 TM1 M2 TM2 Nf Nombre TM TS (%) (%) de morts (%) (%)

Lot-T 400 72 18 49 15 279 121 30,25 69,75

Lot-7j 400 88 22 45 14,5 267 133 33,25 66,75

Lot-14j 400 136 34 42 16 222 178 44,5 55,5

Lot-21j 400 144 36 33 13 223 177 44,25 55,75

Lot-28j 400 168 42 36 15,5 196 204 51 49

L’analyse du tableau 6 montre que les alevins n’ayant pas subi de traitements hormonaux (Lot- T) ont le taux de survie de 70%. Pour les autres lots, le taux de survie des alevins à tendance à diminuer avec l’augmentation de la durée du traitement hormonal. Il est d’environ de 66% et de 49% chez les lot-7j et lot-28j, respectivement.

A la lecture du tableau 6, il apparait nettement que les phases les plus sensibles sont les premiers jours (0 à 30 jours) avec des mortalités très élevées dans chaque lot. Toutefois, la mortalité a tendance à baisser avec l’âge des alevins. Le taux de survie croît avec l’âge des alevins, ce qui serait liée à la robustesse des individus en fonction du temps.

III .5. Performances de la croissance pondérale des différents lots

Les valeurs des différents paramètres zootechniques et indices de croissance calculés sont consignés dans le tableau 7.

~ 40 ~

Tableau 7 : Caractéristiques de la croissance pondérale des alevins dans les différents lots (pmf= poids moyen final; Pmi= poids moyen initial; GPM= gain de masse corporelle; CIJ= croissance individuelle journalière; TCS= taux de croissance spécifique)

Lots Pmf (g) Pmi (g) GPM (g) CIJ (g/j) TCS (%/j) Lot-T 11,56 0,01 11,55 0,11 6,72 Lot-7j 13,5 0,01 13,49 0,128 6,87 Lot-14j 15,5 0,01 15,49 0,147 7,00 Lot-21j 15,77 0,01 15,76 0,15 7,01 Lot-28j 17,45 0,01 17,44 0,166 7,11

Sur la période des 15 semaines post-éclosion, les alevins ayant subi le traitement de 28 jours ont enregistrés un gain de poids moyen journalier de 0,166 g contre 0,147 pour le lot-14j et 0,11g pour le lot témoin. Cependant, cette tendance à l’augmentation du poids des larves en fonction de la durée du traitement n’est pas signification (ANOVA, p-value = 0,958).

Poids moyen (g) 20 18 16

14 Lot-T 12 Lot-7j 10 8 Lot-14j 6 Lot-21j 4 Lot-28j 2

0

Âges des alevins (j)

Figure 24 : Variation du poids moyen des alevins d'O. niloticus en fonction du temps et par lot de traitement

L’évolution des poids moyen des alevins en fonction du temps est représentée à la figure 24. L’effet des traitements hormonaux sur la croissance des alevins n’est observable que vers la fin de l’expérience, durant les cinq dernières semaines. On remarque aussi que les modèles de variations pondérales dans les traitements sont similaires. La différence demeure dans la cinétique de croissance pour chaque lot. Ainsi, l’analyse de l’allure des courbes de croissance

~ 41 ~ permet de distinguer pour chaque lot trois (03) phases, qui correspondent à trois vitesses de croissance : - une croissance stationnaire pendant les huit premières semaines (1j à 56j) avec des gains de poids de 0,169 g pour le lot-T, 0,210 g pour le lot-7j, 0,225 g pour le lot-14j, 0,296 g pour le lot-21j et 0,310 g pour le lot-28j ; - une croissance lente pendant les quatre semaines qui suivent (56j à 84j), où le gain de poids est de 2,88 g pour le lot-T, de 3,76 g pour le lot-7j, de 3,96 g pour le lot-14j, de 4,35 g pour le lot-21 et de 5,23 g pour le lot-28j ; - enfin une croissance accélérée pendant les trois dernières semaines (84j à 105j) avec un gain de poids de 8,68 g pour le lot-T, de 9,74 g pour le lot-7j, de 11,54 g pour le lot-14j, de 11,42 g pour le lot-21 et de 12,22 g pour le lot-28j.

III.6. Taux d’inversion

Au terme de l’expérience, le sexe phénotypique d’un échantillon de 100 poissons de chaque lot est identifié. Les résultats obtenus dans les différents lots sont présentés dans le tableau 8.

Tableau 8 : Effet des différents traitements hormonaux sur la sex-ratio des individus des différents lots

Lots Effectifs Nombre Nombre de Nombre Nombre de sexés mâles d’intersexués femelles Lot-T 279 100 48 - 52

Lot-7j 267 100 53 13 34

Lot-14j 222 100 57 22 21

Lot-21j 223 100 85 1 14

Lot-28j 196 100 88 - 12

L’analyse du tableau 8 montre que le nombre de mâles dans les quatre lots d'alevins traités sont plus élevés par rapport au lot témoin (lot-T). Cependant, cette différence est accentuée dans les lot-7j et lot-14j par l’apparition d’individus avec des gonades mixtes (intersexués), et dans les lot-21j et lot-28j par un fort taux de masculinisation.

~ 42 ~

Dans le lot-T, la sex-ratio est quasiment de 50 : 50 (mâles : femelles). Par contre, dans le lot- 7j, le taux d’alevins femelle n’est que de 34%. Cette baisse du taux de femelle est cependant accompagnée de l’apparition d’individus intersexués, avec un taux de 13%.

Dans le lot-14j, la sex-ratio suit les mêmes tendances que celles du lot-7j. Le nombre de femelles dans le lot-14j est de 21%, soit la moitié du taux de femelles obtenu dans le lot témoin. Dans le lot-14j, le nombre d’individus intersexués est de 22 contre 21 femelles.

Dans le lot-21j, le taux de masculinisation est de 85%, soit une augmentation de 37% par rapport au lot témoin. Un seul individu intersexué est enregistré dans ce lot.

Dans le lot-28j, le taux de masculinisation est de 88%. Il est plus ou moins proche du taux de masculinisation noté dans le lot-21j. Aucun individu intersexué n’est enregistré dans ce lot.

Les Figures ci-dessous illustrent les structures histologiques de gonades mâles (Figure 25), femelles (Figure 26), mâles et intersexuées (Figure 27).

Figure 25: Structure Figure 26 : Structure Figure 27 : Structure histologique de gonade histologiques de gonade histologique de gonade femelle d’O. niloticus âgé mâle d’O. niloticus âgée de 4 d’O. niloticus intersexué de 4 mois post-éclosion mois post-éclosion âgé 4 de mois post- éclosion

~ 43 ~

IV. Discussion

IV.1. Limites de l’étude

L’une des principales difficultés rencontrées dans la mise en place des expérimentations était relative au système d’alimentation en eau de l’écloserie de l’antenne de Richard-Toll. L'écloserie est alimentée en eau par un système à circuit ouvert à l’aide d’une moto pompe placée dans le fleuve Sénégal. Ce système n’offre aucun contrôle de la qualité sur l’eau entrant, car n’étant ni épurée, ni désinfectée. Le paramètre le moins favorable était la forte turbidité de l’eau durant six semaines qui ont coïncidé avec le lancement de la reproduction et les deux à trois semaines de l’élevage larvaire en écloserie.

Une autre difficulté rencontrée lors de la mise en œuvre du protocole expérimentale était l’approvisionnement permanent de l’écloserie en eau. A chaque fois que des coupures d'électricité intervenaient ou une panne de la moto pompe, l’écloserie n’était plus approvisionnée en eau. Ce qui entraine des risques de perte des élevages en cours.

IV.2. Relation poids - fécondité

Nos résultats ont confirmé que la taille des pontes chez O. niloticus est en corrélation avec le poids de la femelle (Mélard et al., 1998 ; FAO, 2012). Cependant, les résultats le rendement de ponte de la souche « sénégalaise » était inférieur à ceux issus des données de la FAO (2012).

Cette fécondité faible de la souche « sénégalaise » pourrait s’expliquer par les fortes turbidités de l’eau des étangs et les faibles températures enregistrées les matins. En effet, durant l’hivernage, du fait de la remontée des eaux du fleuve et de l’érosion des sols due au ruissellement des eaux de pluies, l’eau des élevages est très turbide. Cette forte turbidité aurait des effets négatifs sur la fécondité d’O. niloticus. En effet, la turbidité réduit la quantité de lumière qui pénètre dans l'eau, affectant ainsi la photosynthèse et en conséquent le taux d’oxygène pendant la journée. De ce fait, l’abondance du phytoplancton qui sert de nourriture aux poissons est réduite pouvant affecter la croissance de ces derniers. La turbidité minérale élevée peut avoir une incidence directe sur les poissons en blessant leurs branchies, en réduisant leur taux de développement ou en empêchant leur reproduction (ww.fao.org/fishery/static/FAO_Training/FAO_Training/General/x6709f/x6709f02.htm#top).

~ 44 ~

IV.3. Effet du traitement hormonal sur le taux de survie (T.S.)

Les taux de survie dans cette étude se sont relevés très plus faibles de manière générale, comparés aux taux de survie obtenus dans d’autres d’études menées sur O. niloticus souche « CEFRA » par Mélard et al. (1998) avec un TS de 82% et Baras et al. (2001) avec 83,5% du TS. Certaines mortalités sont généralement intervenues de façon ponctuelle et sont à mettre en relation avec certaines défaillances techniques comme des difficultés de maîtrise des conditions expérimentales en circuit ouvert. Ces difficultés sont pour l’essentiel liées notamment aux manques d’apports supplémentaires en oxygène et des problèmes de renouvellement d’eau liés aux coupures d'électricité et aux fréquentes pannes de la seule motopompe que comporte la station. Une partie de ces mortalités aurait pu être évitée. En outre, la qualité de l’eau notamment les fortes turbidités de l’eau d’élevage pourraient, aussi, entrainer des mortalités des individus. Toutefois, les résultats montrent que le T.S. diminue avec l’augmentation de la durée du traitement hormonal. Cette diminution peut être dû à la sensibilité des poissons vis-à-vis à l’hormone. Elle peut être due, aussi, comme la indiqué Ndiaye (2013) aux éventuelles réactions chimiques de l’hormone avec des éléments comme le fer (Fe), le Manganèse (Mn), le Zinc (Zn), le Cuivre (Cu), le Plomb (Pb) pouvant se retrouver à de fortes teneurs dans les eaux du fleuve Sénégal, lors des périodes de forte turbidité. Ces réactions pourraient entrainer des conditions inappropriées dans le milieu rendant les alevins plus vulnérables. Il faut, aussi, signaler que le taux de mortalité est plus fort durant les premiers stades du développement larvaire et a tendance à se stabiliser durant les stages avancés de l'ontogenèse (Pandian and Sheela, 1995 ; Piferrer, 2001). Ceci serait dû au fait que la robustesse des individus augmenterait avec l’âge.

Des études antérieures laissent apparaître que le taux de mortalité dépend de la souche utilisée et des caractéristiques génétiques des parents (Baras et al., 2001). Ainsi, la souche « Bouaké » semble avoir un meilleur taux de survie que la souche « CEFRA » (Baroiller et al., 1996 ; Baras et al., 2001).

IV.4. Effet de l’hormone sur la croissance post traitement

Bien que la ration alimentation soit respectée et présentée sous forme pulvérulente pour faciliter son ingestion aux larves, les premières phases de la croissance pondérale semblent lentes. Durant les neuf premières semaines post résorption vitelline, les hormones appliquées ne semblent pas avoir d’effet sur la croissance des poissons, puisqu’il n’y a pas de différences significatives de poids entre les individus des différents lots d’alevins.

~ 45 ~

La croissance est devenue plus rapide à partir de la 10ième semaine. Les taux de croissance spécifique enregistrés durant l’expérience étaient comparables et variaient entre 6,72% et 7,11% chez les lot-T et lot-28, respectivement. Donc, les durées d’application des traitements hormonaux n’ont pas d’effet significatif sur la croissance des alevins. Ce résultat est différent de ceux des travaux d’Ait Hamouda (2005), Guerrerro (1988), Baroiller (1988), Baroiller et Toguyeni (1996) qui ont noté un effet significatif de la durée du traitement hormonal sur la croissance des alevins. Cette différence s’expliquerait par le fait que, dans notre cas, l’expérience a duré 15 semaines contre 17 à 22 semaines pour les travaux d’Ait Hamouda (2005), Guerrerro (1988), Baroiller (1988), Baroiller et Toguyeni (1996). Tandis que, l’examen des courbes de croissances a montré que l’effet des traitements hormonaux sur la croissance des alevins a commencé à être plus visible à partir des cinq dernières semaines de l’expérience. En outre, la prise non optimale de l’aliment expérimental du fait que les alevins pourraient aussi se nourrir de la production naturelle du milieu d’élevage peut réduire l’effet de l’hormone sur la croissance.

IV.5. Effet de l’hormone sur la sex-ratio

Les différences des taux d’inversion sexuelle observées entre les différents lots d'élevage montrent que l'efficacité des traitements est fonction de sa durée d’application. Ainsi, les taux les plus élevés de mâles (88% et 85%) ont été observés chez les individus traités respectivement, sur une période de 28 jours et de 21 jours. Les taux de mâles les plus faibles (53% et 57%) sont obtenus chez les individus traités sur une période de 7 jours et de 14 jours.

L'examen microscopique des gonades des individus des lots Lot-7j et Lot-14j a révélé une sex- ratio approximative de 1/1 et la présence d’individus présentant des caractéristiques hermaphrodites c'est-à-dire que la gonade est mixte et présente à la fois les deux tissus mâle et femelle. Ce qui signifie que l'inversion sexuelle, dans ces lots, ne s'est pas produite ou bien elle a était incomplète. Nous pensons que l'apparition de ce phénomène est liée à la courte durée du traitement hormonal qu’a subi chacun de ces lots. Chez O. niloticus, la sensibilité au traitement hormonal apparaît durant une période critique précise. Le traitement pour être efficace doit être appliqué durant une période minimale de 21 jours (Baroiller, 1988).

Des études de l’histologie gonadique de cette espèce effectuées par Baroiller (1988) ont montré que la prolifération ovogoniale chez les individus femelles se déroule entre 20 et 28 jours post fécondation. Chez le mâle, durant la même période, se déroule la phase de multiplication très progressive des cellules somatiques et spermatogoniales (Baroiller, 1988). Par conséquence, ~ 46 ~ pour les Lot-7j et Lot-14j, les hormones exogènes ont donc cessé d’être fournies aux alevins avant la mise en place complète de ces processus histologiques, d’où l’apparition des individus intersexués.

Toutefois, nous pouvons conclure que cette expérience sur l'inversion du sexe par l’hormone 17-α-méthyltestostérone a réussie pour les lots Lot-21j et Lot-28j. Dans ces lots, une sex-ratio approchant 1/0 (mâle/femelle) est obtenue. Par contre dans le lot témoin, elle est de 1/1. Par conséquent, nos résultats confirment que l’application de traitements masculinisants à base de 17-α-méthyltestostérone aux larves dès la résorption du sac vitellin pendant 21 à 28 jours induit une forte déviation du sexe phénotypique en faveur des mâles chez O. niloticus (Mélard et al., 1986 ; Baroiller et al., 1996).

Seulement, les taux d’inversion sexuelle obtenus dans notre étude paraissent faibles par rapport à celui d’Ait Hamouda (2005) qui était parvenu à produire des populations monosexes mâles à 96% contre 88% dans notre étude chez le lot-28j. Tout comme sur une période d’une semaine, Ait Hamouda (2005) a pu obtenir 40,74% d’individus intersexués contre 13% dans cette présente étude.

Ces différences de taux d’inversion sexuelle entre notre étude et celle d’Ait Hamouda (2005) pourraient s'expliquer par le fait qu'en milieu fermé, comme c’était le cas lors des travaux d’Ait Hamouda (2005), les alevins ne disposent d'aucune autre source d'alimentation que l'aliment exogène contenant l'hormone. Par contre en circuit ouvert, les poissons ont d'autres sources d'alimentation que l'aliment fourni, ce qui peut engendrer une diminution de l'ingestion de l'aliment hormoné et par conséquence affecter négativement l'efficacité des traitements. En effet, Macintosh et Little (1995) relèvent que toute condition qui affecterait ou induirait une variation de la prise alimentaire, pourrait de ce fait réduire l'efficacité des traitements. L’un des manquements lors de notre étude est que les alevins avaient le choix entre l'aliment distribué et le plancton présent dans l’eau provenant directement du fleuve Sénégal. De plus, la variation des facteurs environnementaux tels que les basses température plus particulièrement les matins, ont pu affecter l'efficacité des traitements à travers une diminution de l’appétence des alevins (Baroiller et al., 1996; Varadaraj et al., 1994).

Néanmoins le pourcentage de mâles obtenu dans le Lot-28j est comparable à ceux de Pandian and Varadaraj (1987), Baroiller and Jalabert (1989), et Ouedraogo (2009) qui ont obtenu 86,67, 89 et 90% de taux d’inversion sexuelle, respectivement.

~ 47 ~

Conclusion et perspectives

La présente étude a porté sur la technique d'inversion hormonale du sexe chez O. niloticus souche « sénégalaise ». Cette technique consiste à obtenir une population à phénotype masculin par administration de stéroïdes sexuels dès la résorption vitelline du poisson. L’objectif principal est d’initié les bases de cette méthode de contrôle de la reproduction chez O. niloticus, pour une meilleure production piscicole dans nos élevages.

Nos résultats confirment la maniabilité du sexe phénotypique chez O. niloticus souche sénégalaise. En effet, l’administration de dose de 17-α-MT aux alevins d’O. niloticus dès la résorption vitelline sur une durée de 21 jours au minimum favorise le développement de gonades mâles. Lorsque le traitement est interrompu avant cette durée, cela conduit à l’apparition d’individus intersexués et à une baisse du taux des individus mâles sexuellement inversés.

L’étude a montré qu’une durée de traitement d’au moins de 21 jours avec le 17-α-MT est nécessaire pour obtenir un fort taux d’inversion sexuelle. Cette hormone semble avoir des effets négligeables sur la croissance des alevins. En revanche, une durée du traitement de 28 jours semble plus exposer les alevins à de plus forte mortalité. Nos résultats montrent que le taux de survie des alevins diminue avec la durée du traitement hormonal.

Par ailleurs, dans l’optique de l’aquaculture comme dans celle de la compréhension des mécanismes fondamentaux inhérents à l’expression du sexe, des études complémentaires sont nécessaires afin d’apporter des précisions sur le devenir des intersexués, notamment au plan de la maturité des gonades et sur leur aptitudes à se reproduire. Tout comme des études pourraient être entreprises pour préciser le tri alimentaire opéré par les poissons entre l'aliment distribué et la production primaire disponible dans le milieu d’élevage.

Aussi, la croissance des alevins de la souche sénégalaise apparaît relativement faible comparée celle des souches « Bouake » et « Akosombo » (Tigoli, 2017). Ceci peut-être lié aux capacités intrinsèques de chaque souche. Il faudra, donc, mener un programme de sélection génétique afin d’augmenter les performances zootechniques de la souche sénégalaise. Il serait, également, intéressant de déterminer les doses d'hormones les plus efficaces pour l’inversion sexuelle chez cette souche, en faisant varier la durée d’application et la méthode d’administration tout en veillant à la température de l'eau.

~ 48 ~

Bibliographie

Adkins-Regan E., (1987). Hormones and sexual differentiation. In: Norris, D. O., Jones, R. E. (Eds.), Hormones and Reproduction in Fishes, Amphibians, and Reptiles. Plenum, New York, pp.1-29. Arrignon, J. (1998). Aménagement piscicole des eaux douces. 5e édition. Paris: Lavoisier. Tec. Doc. Baras, E., Jacobs, B., Mélard, C. (2001). Effect of water temperature on survival, growth and phenotypic sex mixed (XX-XY) progenies of Nile Tilapia Oreochromis niloticus. Aquaculture 192, 187-199. Balarin, J.D. and Haller, R.D. (1982). The intensive culture of tilapia in tanks, raceways and cages. In: J.F. Muir and R.J. Roberts (eds.). Recent Advances in Aquaculture. Westview Press, Boulder, Colorado, USA, pp. 265-355. Baroiller J. F., Fostier A., Zohar Y., Marcuzzi O., (1987). The metabolic clearance rate of estradiol-l Zf in rainbow trout, Salmo gairdineri R., estimated by both single injection and constant infusion methods: increase during oocyte maturation. Gen. Comp. Endocrinol. 66, 85-94. Baroiller, J.F., (1998). Le Déterminisme Environnemental du Sexe chez les Poissons Gonochoriques. La Pisciculture Française, 133: 51-59. Baroiller, J.F., Jalabert, B. (1989). Contribution of research in reproductive physiology to the culture of tilapias. Aquatic Living Resources 2, 105-116. Baroiller, J.F., Chourrout, D., Fostier, A. & Jalabert, B.(1995). Temperature and sex chromosomes govern sex ratio of mouthbrooding cichlid fish. Journal of Experimental Zoology 273, 216-223. Baroiller J. F. & Toguyeni A., (1996) - Comparaison des effets d'un stéroide naturel, la 11 â-Hydroxy- androsténédione (11 â -OH-A4) et d'un androgène de synthèse, la 1 7á -Methyltestostérone (17 á-MT) sur le sex-ratio chez Oreochromis niloticus. Baroiller J. F., (1996) - Significant proportions of unexpected males in the majority of progenies from single pair matings with siblings sexinversed males of Oreochromis niloticus.. Baroiller, J. F., D’Cotta, H. (2001). Environment and sex determination in farmed fish. Comp. Biochem. Physiol. Toxicol. Pharmacol. 130, (4), 399-409. Bowen S.H. (1982). Feeding digestion and growth Qualitative considération. Pullin R.S.V and Lowe Mc Connell R.H. (eds). ln: The biology and culture of tilapias. ICLARM conf. Proc. Manila, Philippines.7: 141- 156. Chervinski J. and Rothbard S., (1982). An aid in manually sexing Tilapia. Aquaculture. 26: 389. Crim L. W., (1985). Methods for acute and chronic hormone administration in fish. In: Lee, C.S., Curtis L. R., Diren F. T., Hurley M. D., Seim W. K., Tubb R. A., (1991). Disposition and elimination of 17a- methyltestosterone in Nile tilapia (Oreochromis niloticus. Aquaculture 99, 193-201. Denzer H. W., (1967). Studies on the physiology of young Tilapia. FAO ; Fish. Rep. 4, p356-366. Desprez, D., Mélard, C., (1998). Effect of ambient water temperature on sex determinism in the blue tilapia, Oreochromis aureus. Aquaculture 162, 79–84. FAO Fishery Statistic, (2012) Production globale d’aquaculture de Oreochromis niloticus. FAO Fisheries and Aquaculture Department, (2017) The State of World Fisheries and Aquaculture Fricke, R., Mulochau, T. P. D., Chabanet, P., Tessier, E. & Letourneur, Y. (2009). Annotated checklist of the fish species (Pisces) of La Réunion, including a Red List of threatened and declining species. Stuttgarter Beitraege zur Naturkunde A, Neue Serie 2: 1-168. George, T. and T. J. Pandian. (1995). Production of ZZ female-heterogametic black molly, Poecilia sphenops,by endocrine sex reversal and progeny testing. Aquaculture 136: 81-90 Guerrero, R.D. & Shelton W.L. (1974). An aceto-carmine squash method sexing juveniles fishes. Progressive Fish- Culturist 36, 56. Guerrero, R.D.(1982). Control of tilapia reproduction. . In Pullin R.SV. and Lowe MC Connell R.H. (Eds.), The biology and culture of tilapias ICLARM Conference Proceeding, 7, Manila, Philippines, pp. 306-313. Guerrerro R. D. & Guerrerro L. A., (1988)- Feasibility of commercial production of sex reversed Nile Tilapia fingerlings in the Philippines. In Pullin, Maclean (eds). Second International Symposium on Tilapia in aquaculture, march 1987, Thailand ICLARM conf. Proc. (15) : 183-186. Hanson T. R, Smitherman RD., Shelton W. L., and Dunham RA., (1983). Growth comparisons of monosex tilapia produced by separation of sexes, hybridization and sex reversal, p.570-579. In L. Fishelson and Z. Yaron (comps.) Proceedings of the First International Symposium on Tilapia in Aquaculture. Tel Aviv University, Tel Aviv, Israel.

40

Herrera AA, Cruz RR. (2001). Fish Genetics Breeding Program Genetic Manipulation for Improved Tilapia Project. Developmental biology of the supermale YY tilapia (Oreochromis niloticus): Histogenesis of the reproductive system. Sci Diliman 13:33-40. Hickling C. F., (1960). The Malacca tilapiahybrids. J. Genet. 57: 1-10. Hishida T., (1965). Accumulation ofestrone 16-C14 and diethylstilbestrol-(Monoethyl-l-CI4) in larval gonads ofthe medaka, Oryzias latipes, and the determination ofthe minimum dosage of estrogen for sex reversaI. Gen. Comp. Endocrinol. 5, 137-144. Huet, M. (1970) Textbook of fishculture. Fishing News (Books) Ltd.Maar, A., M.A.E. Mortimer, I. Van der Linden: Fishculture in Central East Africa. FAOFisheries Series no20, ROME, 1966. Ibtissem AIT HAMOUD (2005). Mémoire en vue de l'obtention d'un diplôme d'ingénieur d'état en sciences de la mer Contribution à l'étude de l'inversion sexuelle chez une espèce de poisson d'eau douce: Tilapia (Oreochromis niloticus). p61 Jalabert, B., Moreau, J., Planquette, P., Billard, R. (1974). Déterminisme du sexe chez le Tilapia nilotica. Action de la méthyltestostérone dans l'alimentation des alevins sur la différenciation sexuelle; proportion des sexes dans la descendance des mâles « inversés ». Ann. Biol. Anim.Bioch. Biophys., 14, 4b, pp. 729- 739. Jalabert, B., Karnmacher, P., Lessent, P., (1971). Déterminisme du sexe chez les hybrides entre Tilapia macrochir et Tilapia nilotica. Etude de la sexe-ratio dans les recroisements des hybrides par les espèces parentes. Ann. BioL Anim. Biochem. Biophys., 11 , 155-165. Johnstone R, Macintosh D. J. and Wright R. S., (1983). Elimination of orally administered 17a- méthyltestosterone by Oreochromis mossambicus (tilapia) and Salmo gairdneri (rainbow trout) juveniles. Aquaculture, 35: 249-257 Keith, P., Marquet, G., Valade, P., Bosc, P. & Vigneux, E. (2006). Atlas des poissons et des crustacés d'eau douce des Comores, Mascareignes et Seychelles. Muséum national d’Histoire naturelle, Paris. Patrimoines naturels, 65: 250pp. Kirk R.G., (1972). - A review of recent developments in Tilapia culture, with special reference to fish farming in the heated effluents of power station. Aquaculture 1 (1) : 45–60 Know, J. Y., McAndrew, J. B. & Penman, J. D. (2001). Treatment with an aromatase inhibitor suppresses higth- temperature feminization of genetic male (YY) Nile Tilapia. Journal of Fish Biology 60, 625-636. Lauzanne L., (1988). Les habitudes alimentaires des poissons d’eau douce africains. In: Lévêque C., Bruton M.N. & Ssentongo G.W., Eds. Biologie et écologie des poissons d’eau douce africains. Paris, France: ORSTOM. pp. 221-242 Lazard J., (1980) - Le développement de la pisciculture intensive en Côte d'Ivoire. Exemple de la ferme piscicole pilote de Natio-Kobadara. Notes et Documents sur la pêche et la pisciculture, (21) : 1-44. Lazard J., (1984) - L'élevage du Tilapia en Afrique. Données techniques sur sa pisciculture en étang. Revue Bois et Forêts des Tropiques, (206) : 3 3-50. Lévêque (C.) & Paugy (D.), (1984). - Guide des poissons d'eau douce de la zone du programme de lutte contre l'onchocercose en Afrique de l'Ouest. Convention ORSTOM-OMS, 392 pp. Macintosh D. J. and Little D. C., (1995). Nile tilapia (Oreochromis niloticus). In: Bromage, N. R, Roberts, R. J. (Eds.), broodstock management and Egg and Larval Quality. Chap. 12, Blackwel1, Cambridge, MA, USA, pp. 277-320. Magblénou L. D., Ly M. A., Kantoussan J., Faye R., Kane Y. (Submitted). Effects of varying dietary levels of Carica papaya seed meal powder (PSM) on growth and histology of gonads in Oreochromis niloticus larvae. International Journal of Biological and Chemical Sciences. Magid, A. and M.M. Babiker (1975). Oxygen consumption and respiratory behaviour in three Nile fishes. Hydrobiologia, 46: 359-67. Melard C., (1998). Bases biologiques de l’aquaculture. Notes de cours, Université de Liège, Belgique, 238 pages Mélard, C. & Philippart, J.C. (1981). La production de tilapia de consommation dans les rejets industriels d’eau chaude en Belgique. Cahiers d’Ethologie appliquée 1(2), 122pp. Mélard, C. (1986). Les bases biologiques de l’élevage du tilapia du Nil. Cahiers d’Ethologie Appliquée 6, 1-224 Mélard. C., Ducarme, C., & Lasserre, J.(1989). Technologie de l’élevage intensif du tilapia : reproduction, croissance, nutrition, production, pathologie, aspects économiques. Laboratoire de Démographie des poissons et d’Aquaculture, Université de Liège (Editeur), 38p. Mires D., (1977).Theoretical and practical aspects ofthe production of aIl-male Tilapia hybrids. Bamidgeh, 29: 94-101.

~ 41 ~

Moriarty, D.J.W. (1973). The physiology of digestion of blue-green algae in the cichlid fish Tilapia nilotica. J. Zool. Lond., 171: 25-39. Nakamura M., Kobayashi T., Chang X.-T., Nagahama Y., (1998). Gonadal sex differentiation in teleost fish. J. Exp. Zool. 281, 362-372. Naoual A., (2013) Analyse comparative des génomes d’espèces majeures pour l’aquaculture par cartographie RH et Identification des répertoires des récepteurs olfactifs (OR) et TAAR des cichlides. Sciences agricoles. Université Rennes 1 Ndiaye, O., Thiam, M., Ould Kankou & K., Namr (2013). Turbidité et matières en suspension dans l’eau : application a l’évaluation des métaux contenus dans l’eau de la rive droite du fleuve Sénégal. Laboratoire de Chimie de l’Eau et Environnement, Faculté des Sciences et Techniques, Département de Chimie, Université de Nouakchott- BP 5026, Mauritanie, 97p. Okorie DA (1975) A new carbazole alkaloid and coumarins fromroots of Clausena anisata. Phytochemistry 14:2720–2721 Ouedraogo Christian R. N., (2009). Diplôme d'Etudes Approfondies (DEA) en Gestion Intégrée des Ressources Naturelles (GIRN) Inversion hormonale du sexe par la méthyltestosterone et l' ethynyloestradiol chez le Tilapia Oreochromis niloticus L. p55 Ovidio M, Desprez D, Mélard C, Poncin P. (2002). Influence of sexual genotype on the behaviour of females (genotype WZ) and pseudofemales (genotype ZZ) in the tilapia Oreochromis aureus. Aquat Living Resour 15:163-167. Philippart J.C. et Melard C., (1987). La production de tilapia en eau chaude industrielle en Belgique. Situation actuelle du projet, perspectives de développement en pisciculture solaire et transfert de la technologie. Aquaculture et Développement. Cah. Ethol. Appl., 7: pp.107-134. Philippart, J.C. and Ruwet, J.c., (1982). Ecology and distribution of Tilapias. In "the biology and culture of Tilapias". (R.S.V. Pullin, and Lowe-Mc Connell, eds), ICLARM, Manille, Philippines. pp.15-59. Pham, A. T., Graham, C., Mair, D. & John, A. B. (1999). Sex determination and the feasibility of genetically male tilapia production in the Thai-Chitralada strain of Oreochromis niloticus (L.). Aquaculture 173, 257-269 Piferrer F., Donaldson E. M., (1994). Uptake and clearance of exogenous estradiol-l Zû and testosterone during the early development of coho salmon (Oncorhynchus kisutch), including eggs, alevins and fry. Fish Physiol. Biochem. 13,219-232. Piferrer F., (2001). Endocrine sex control strategies for the feminization ofteleost fish. Aquaculture. 197,229- 281. Pandian T. J. and Sheela S. G., (1995). Hormonal induction ofsex reversal in fish. Aquaculture 138: 1-22. R-Team (2013). A language and environment for statistical computing. R Foundation for Statistical Computing, Vienna, Austria. ISBN 3- 900051-07-0, URL: http://wwwR-projectorg/. Ruwet, J.C., Voss, J., Hannon, L. & Micha, J.C. (1975). Biologie et élevage des tilapias. Symposium FAO/CPCA sur l’aquaculture en Afrique, Accra, Ghana, 30 Septembre au 6 octobre 1975, 27p. Shelton W. L., Hopkins K. D., Engle C. R, (1979). Estrogen sex reversal of Tilapia aurea. Aquaculture 18, 263- 268. Schulz RW, de França LR, Lareyre J-J, LeGac F, Chiarini-Garcia H, Nobrega RH, Miura T. (2010). Spermatogenesis in fish. Gen Comp Endocrinol 165:390-411. Scott A. G., Pen man D. J., Beardmore J. A. and Skibinski D. O. F., (1989). The YY Supermale in Oreochromis niloticus (L.) and its potential in Aquaculture. Aquaculture, 78: 237-251. Skelton, P.H. (2002). Changes to the scientific and common names of southern African freshwater fishes. African Journal of Aquatic Science, 27: 171-174 Tigoli, M. Cisse, M. Kone, M. Ouattara, A. Ouattara, G. Gourene (2017) Effets de l’hormone : 17-a- methyltestosterone)sur les performances zootechniques des souches« bouake » et « akossombo » de oreochromis niloticus (linnaeus, 1758). Laboratoire d’Environnement et de Biologie Aquatique (LEBA), UFR des Sciences et Gestion de l’Environnement, Université Nangui Abrogoua, Abidjan, Côte d’Ivoire Tessema, M., Müller-Belecke, A., Hörstgen-Schwark, G., (2006). Effect of rearing temperatures on the sex ratios of Oreochromis niloticus populations. Aquaculture 258, 270–277. Trewavas, E., 1983. Tilapiine Fishes of the Genera Sarotherodon, Oreochromis and Danakilia. British Museum Natural History, London, UK.

~ 42 ~

Toguyeni, A., Fauconneau, B., Fostier, A., Abucay, J., Mair, G.C., Baroiller, J.F., (2002). Influence of sexual phenotype and genotype, and sex-ratio on growth performances in tilapia, Oreochromis niloticus. Aquaculture 207, 249–261. Varadaraj K., Sindhu Kumari, S., and Pandian, T. J. (1994). Comparison of conditions hormonal sex reversaI of Mozambique Tilapias. Progressive Fish-cutlturist 56: 81-90.45 Varadaraj, K. (1987). Techniques to regulate sex ratio and breeding in Tilapia.CUIT. 56: 337-343. Welcomme, R. L. (1967). Observations on the biology of the introduced species of Tilapia in Lake Victoria. Revue du Zoologie et de Botanique Africaine, 76: 249–272. Yamamoto T., (1953). Artificially induced sex-reversal in genotypic males ofthe medaka (Oryzias latipes). J. Exp. Zool. 123,571-594. Yamamoto T., (1969). Sex differentiation. In: Hoar, W. S., Randall, D. J. (Eds.), Fish Physiology, vol. III, Reproduction, Academie Press, New York, pp. 117-175. Yashouv A. and Eckstein B., (1965). Regulation and control ofspawning. Bamidgeh. 17: 66-67. Yoshikawa H., Oguri M., (1978). Sex differentiation in a cichlid fish, Ti/apia zilli. Bull. Jpn. Soc. Sei. Fish. 44, 1093-1097

SITES INTERNET: http://www.webcityof.com/mifftitl.htm http://www.fao.org/fishery/fr http://www.fao.org/fishery/affris/profil-des-especes/nile-tilapia/tilapia-du-nil-accueil/fr/ http://www.fao.org/fishery/static/FAO_Training/FAO_Training/General/x6709f/x6709f02.ht m#top https://www.feedipedia.org/node/23237 http://www.fao.org/fishery/species/2408/en http://www.fao.org/fishery/statistics/en http://www.fao.org/search/fr/?cx=018170620143701104933%3Aqq82jsfba7w&q=Tilapia&co f=FORID%3A9&siteurl=www.fao.org%2Fnews%2Farchive%2Fnewsbydate%2F2012%2Ffr %2F&ref=www.fao.org%2Fnews%2Farchive%2Fnews-by- date%2F2012%2Fen%2F&ss=4163j2738263j8 http://www.fao.org/home/en/ http://fishbase.org/search.php https://www.worldfishcenter.org/publications-resources

~ 43 ~

ANNEXES

Annexe 1 : production mondiale de tilapia (pêche et aquaculture) de 1980 à 2014 (FAO, 2017).

40

Annexe 2 : Oréochromis niloticus souche « Sénégalaise » provenant de la station piscicole de Richard-Toll / en A : mâle de 250g ; en B : femelle de 200g

Annexe 3 : Relevés quotidien de la température des bacs à l’aide de thermomètre à mercure

40

Annexe 4 : Tableau des relevés journaliers de la température dans les différents lots

Lot-T Températures Date 8h 13h 17h 04-sept-17 26,5 33 28 05-sept-17 25,5 33,5 27,5 06-sept-17 27,5 32 28 07-sept-17 24,5 31 28,5 08-sept-17 25,5 30 29,5 09-sept-17 - - - 10-sept-17 - - - 11-sept-17 25,5 29,5 27 12-sept-17 27,5 30 29,5 13-sept-17 27,5 30 30,5 14-sept-17 27 30, 29 15-sept-17 28 31 29 16-sept-17 - - - 17-sept-17 - - - 18-sept-17 28 31 28 19-sept-17 28 29,5 28 20-sept-17 27 29 29,5 21-sept-17 25,5 30 27 22-sept-17 27,5 31 29,5 23-sept-17 - - - 24-sept-17 - - 25-sept-17 26,5 33 31 26-sept-17 26 33,5 29,5 27-sept-17 26,5 34 30,5 28-sept-17 27 31 28,5 29-sept-17 26 32 28 30-sept-17 - - -

~ 41 ~

Lot-T Températures Date 8h 1 3h 17h 02-oct-17 25 33 28 03-oct-17 24 33,5 27,5 04-oct-17 23,5 32 26 05-oct-17 24,5 31 27 06-oct-17 23,5 30 27 07-oct-17 - - - 08-oct-17 - - - 09-oct-17 23 29,5 29 10-oct-17 25 30 27,5 11-oct-17 24 30 25,5 12-oct-17 22,5 30, 26 13-oct-17 21,5 31 28,5 14-oct-17 - - 15-oct-17 - - - - 16-oct-17 26 31 28 17-oct-17 25,5 29,5 27,5 18-oct-17 24,5 29 28 19-oct-17 25,5 30 28,5 20-oct-17 26,5 31 29 21-oct-17 - - 22-oct-17 - - - - 23-oct-17 27,5 33 31, 24-oct-17 27 33,5 29,5 25-oct-17 28 33 30 26-oct-17 28 31 29 27-oct-17 27,5 32 29,5 28-oct-17 - - -

~ 42 ~

Lot-T Températures Date 8h 13h 17h 06-nov-17 24 28 27,5 07-nov-17 23 29 29,5 08-nov-17 23,5 28 29,5 09-nov-17 23 31,5 28,5 10-nov-17 23,5 30 30 11-nov-17 - - - 12-nov-17 - - - 13-nov-17 22,5 30 29,5 14-nov-17 22 30 29 15-nov-17 23,5 31 30,5 16-nov-17 23,5 30 29 17-nov-17 23 29,5 29 18-nov-17 - - - 19-nov-17 - - - 20-nov-17 24 29,5 29 21-nov-17 23 29,5 28,5 22-nov-17 22,5 30 29,5 23-nov-17 22 30 28,5 24-nov-17 21 30 29,5 25-nov-17 - - - 26-nov-17 - - - 27-nov-17 21 29,5 26 28-nov-17 20 30 25 29-nov-17 20 29,5 25 30-nov-17 19 29,5 25 01-déc-17 19,5 28,5 26 02-déc-17 - - -

~ 43 ~

Lot-7 Températures Date 8h 13h 17h 04-sept-17 27,5 34 28 05-sept-17 24,5 33,5 27,5 06-sept-17 26,5 31 27 07-sept-17 26,5 30 28 08-sept-17 25,5 31 28 09-sept-17 - - - 10-sept-17 - - - 11-sept-17 26,5 29,5 29 12-sept-17 28,5 31 29,5 13-sept-17 28,5 31 31 14-sept-17 28 30 29 15-sept-17 27 31 29 16-sept-17 - - - 17-sept-17 - - - 18-sept-17 26 30 29 19-sept-17 28 29,5 27,5 20-sept-17 28 30 29 21-sept-17 26,5 31 28 22-sept-17 27 32,5 30,5 23-sept-17 - - - 24-sept-17 - - 25-sept-17 26 33 31 26-sept-17 28 33,5 30,5 27-sept-17 27,5 34 31,5 28-sept-17 27 31 29,5 29-sept-17 24 30 28 30-sept-17 - - -

~ 44 ~

Lot-7 Températures Date 8h 1 3h 17h 02-oct-17 24 30,5 28 03-oct-17 24 30,5 27,5 04-oct-17 23,5 32 26,1 05-oct-17 24,5 31 27,1 06-oct-17 24,5 31,5 27,8 07-oct-17 - - - 08-oct-17 - - - 09-oct-17 24 29,5 29 10-oct-17 23 31,5 27,5 11-oct-17 24 31,5 25,5 12-oct-17 23,5 31,5 26 13-oct-17 24,5 31 28,5 14-oct-17 - - 15-oct-17 - - - - 16-oct-17 26 31 28 17-oct-17 25 29,5 27,5 18-oct-17 24,5 29 28 19-oct-17 25 31,5 28,5 20-oct-17 26,5 31 29 21-oct-17 - - 22-oct-17 - - - - 23-oct-17 24 32,5 29,5 24-oct-17 24,5 32,5 29,5 25-oct-17 25 33 31,5 26-oct-17 23 31 29 27-oct-17 23 32 29,5 28-oct-17 - - -

~ 45 ~

Lot-7 Températures Date 8h 13h 17h 06-nov-17 22,5 29,5 29,5 07-nov-17 22 29,5 32,5 08-nov-17 23,5 30 29,5 09-nov-17 23,5 31,5 29,5 10-nov-17 23 30 30,5 11-nov-17 - - - 12-nov-17 - - - 13-nov-17 24,5 30 29 14-nov-17 23 30,2 27,5 15-nov-17 22,5 30,5 29,5 16-nov-17 22 30 27,5 17-nov-17 21 29,5 29,5 18-nov-17 - - - 19-nov-17 - - - 20-nov-17 23 30 28,5 21-nov-17 22,5 31 28,5 22-nov-17 22,5 30 29 23-nov-17 22,25 30 27,5 24-nov-17 22 30 29 25-nov-17 - - - 26-nov-17 - - - 27-nov-17 21,5 30 29,5 27-nov-17 21,5 29,5 30,5 29-nov-17 21,5 29,5 30,5 30-nov-17 21 29,5 29 01-déc-17 20,75 27,5 29 02-déc-17 - - -

~ 46 ~

Lot-14 Températures Date 8h 13h 17h 04-sept-17 25,5 32 28,5 05-sept-17 25 33 27 06-sept-17 26,5 34 28,5 07-sept-17 24 31,5 28 08-sept-17 25,5 30,5 29 09-sept-17 - - - 10-sept-17 - - - 11-sept-17 25 28 27,5 12-sept-17 26,5 30,5 29 13-sept-17 27 30,5 30 14-sept-17 27 30,5 29,5 15-sept-17 26 31 29,5 16-sept-17 - - - 17-sept-17 - - - 18-sept-17 27 31,5 28,5 19-sept-17 26 29,5 28,5 20-sept-17 27 29 29 21-sept-17 25 30,5 27,5 22-sept-17 27 31,5 29 23-sept-17 - - - 24-sept-17 - - 25-sept-17 27,5 33 31,5 26-sept-17 27 33 29 27-sept-17 26 34 30 28-sept-17 25 31,5 28 29-sept-17 26 32 28,5 30-sept-17 - - -

~ 47 ~

Lot-14 Températures Date 8h 1 3h 17h 02-oct-17 25,5 31 27 03-oct-17 24,5 31,5 27,5 04-oct-17 24 30 26 05-oct-17 25 29,5 27 06-oct-17 24 29 27,5 07-oct-17 - - - 08-oct-17 - - - 09-oct-17 23,5 26 29 10-oct-17 25,5 27 27,5 11-oct-17 24,5 29,5 25,5 12-oct-17 23 27,5 26 13-oct-17 22 26 27,5 14-oct-17 - - 15-oct-17 - - - - 16-oct-17 27 29 27 17-oct-17 26 29,5 27,5 18-oct-17 24,5 29 27 19-oct-17 25,5 30,5 27,5 20-oct-17 26,5 31 29 21-oct-17 - - 22-oct-17 - - - - 23-oct-17 27,5 30 31 24-oct-17 29,5 32 29,5 25-oct-17 29,5 34 30 26-oct-17 27,5 29,5 29 27-oct-17 27,5 32 29,5 28-oct-17 - - -

~ 48 ~

Lot-14 Températures Date 8h 13h 17h 06-nov-17 22,5 29,5 29,5 07-nov-17 22 29,5 32,5 08-nov-17 23,5 30 29,5 09-nov-17 23,5 31,5 29,5 10-nov-17 23 30 30,5 11-nov-17 - - - 12-nov-17 - - - 13-nov-17 24,5 30 29 14-nov-17 23 30,2 27,5 15-nov-17 22,5 30,5 29,5 16-nov-17 22 30 27,5 17-nov-17 21 29,5 29,5 18-nov-17 - - - 19-nov-17 - - - 20-nov-17 23 30 28,5 21-nov-17 22,5 31 28,5 22-nov-17 22,5 30 29 23-nov-17 22,25 30 27,5 24-nov-17 22 30 29 25-nov-17 - - - 26-nov-17 - - - 27-nov-17 21,5 30 29,5 27-nov-17 21,5 29,5 30,5 29-nov-17 21,5 29,5 30,5 30-nov-17 21 29,5 29 01-déc-17 20,75 27,5 29 02-déc-17 - - -

~ 49 ~

Lot-21 Températures Date 8h 13h 17h 04-sept-17 26,5 30,5 29 05-sept-17 27 30,5 30 06-sept-17 27 30,5 29,5 07-sept-17 24 31,5 28 08-sept-17 25,5 30,5 29 09-sept-17 - - - 10-sept-17 - - - 11-sept-17 25,5 29,5 27 12-sept-17 27,5 30 29,5 13-sept-17 27,5 30 30,5 14-sept-17 27 30, 29 15-sept-17 28 31 29 16-sept-17 - - - 17-sept-17 - - - 18-sept-17 25,5 32 28,5 19-sept-17 25 33 27 20-sept-17 26,5 34 28,5 21-sept-17 24 31,5 28 22-sept-17 25,5 30,5 29 23-sept-17 - - - 24-sept-17 - - 25-sept-17 26 34 30 26-sept-17 25 31,5 28 27-sept-17 26 32 28,5 28-sept-17 27 31 29,5 29-sept-17 24 30 28 30-sept-17 - - -

~ 50 ~

Lot-21 Températures Date 8h 1 3h 17h 02-oct-17 27,5 30 31 03-oct-17 29,5 32 29,5 04-oct-17 29,5 34 30

05-oct-17 27,5 29,5 29

06-oct-17 27,5 32 29,5

07-oct-17 - - - 08-oct-17 - - - 09-oct-17 23,5 26 29 10-oct-17 25,5 27 27,5 11-oct-17 24,5 29,5 25,5 12-oct-17 23 27,5 26

13-oct-17 22 26 27,5

14-oct-17 - - 15-oct-17 - - - - 16-oct-17 25,5 31 27 17-oct-17 24,5 31,5 27,5 18-oct-17 24 30 26

19-oct-17 25 29,5 27 20-oct-17 24 29 27,5

21-oct-17 - - 22-oct-17 - - - - 23-oct-17 24 32,5 29,5 24-oct-17 24,5 32,5 29,5 25-oct-17 25 33 31,5 26-oct-17 23 31 29 27-oct-17 23 32 29,5 28-oct-17 - - -

~ 51 ~

Lot-21 Températures Date 8h 13h 17h 06-nov-17 24,5 30 29 07-nov-17 23 30,2 27,5 08-nov-17 22,5 30,5 29,5 09-nov-17 22 30 27,5 10-nov-17 21 29,5 29,5 11-nov-17 - - - 12-nov-17 - - - 13-nov-17 22,5 29,5 29,5 14-nov-17 22 29,5 32,5 15-nov-17 23,5 30 29,5 16-nov-17 23,5 31,5 29,5 17-nov-17 23 30 30,5 18-nov-17 - - - 19-nov-17 - - - 20-nov-17 21,5 30 29,5 21-nov-17 21,5 29,5 30,5 22-nov-17 21,5 29,5 30,5 23-nov-17 21 29,5 29 24-nov-17 20,75 27,5 29 25-nov-17 - - - 26-nov-17 - - - 27-nov-17 23 30 28,5 28-nov-17 22,5 31 28,5 29-nov-17 22,5 30 29 30-nov-17 22,25 30 27,5 01-déc-17 22 30 29 02-déc-17 - - -

~ 52 ~

Lot-28 Températures Date 8h 13h 17h 04-sept-17 28 31 28 05-sept-17 28 29,5 28 06-sept-17 27 29 29,5 07-sept-17 25,5 30 27 08-sept-17 27,5 31 29,5 09-sept-17 - - - 10-sept-17 - - - 11-sept-17 26,5 33 28 12-sept-17 25,5 33,5 27,5 13-sept-17 27,5 32 28 14-sept-17 24,5 31 28,5 15-sept-17 25,5 30 29,5 16-sept-17 - - - 17-sept-17 - - - 18-sept-17 25,5 29,5 27 19-sept-17 27,5 30 29,5 20-sept-17 27,5 30 30,5 21-sept-17 27 30, 29 22-sept-17 28 31 29 23-sept-17 - - - 24-sept-17 - - 25-sept-17 26,5 33 31 26-sept-17 26 33,5 29,5 27-sept-17 27,5 30 29,5 28-sept-17 27,5 30 30,5 29-sept-17 27 30, 29 30-sept-17 - - -

~ 53 ~

Lot-28 Températures Date 8h 1 3h 17h 02-oct-17 23,5 26 29 03-oct-17 25,5 27 27,5 04-oct-17 24,5 29,5 25,5

05-oct-17 23 27,5 26

06-oct-17 22 26 27,5

07-oct-17 - - - 08-oct-17 - - - 09-oct-17 24 29,5 29 10-oct-17 23 31,5 27,5 11-oct-17 24 31,5 25,5 12-oct-17 23,5 31,5 26

13-oct-17 24,5 31 28,5

14-oct-17 - - 15-oct-17 - - - - 16-oct-17 25,5 31 27 17-oct-17 24,5 31,5 27,5 18-oct-17 24 30 26

19-oct-17 25 29,5 27 20-oct-17 24 29 27,5

21-oct-17 - - 22-oct-17 - - - - 23-oct-17 24 32,5 29,5 24-oct-17 24,5 32,5 29,5

25-oct-17 25 33 31,5 26-oct-17 23 31 29 27-oct-17 23 32 29,5 28-oct-17 - - -

~ 54 ~

Lot-28 Températures Date 8h 13h 17h 06-nov-17 22,5 29,5 29,5 07-nov-17 23,5 28 29,5 08-nov-17 23 31,5 28,5 09-nov-17 23,5 30 30 10-nov-17 23 30 30,5 11-nov-17 - - - 12-nov-17 - - - 13-nov-17 23,5 31 30,5 14-nov-17 23,5 30 29 15-nov-17 23 29,5 29 16-nov-17 22 30 27,5 17-nov-17 21 29,5 29,5 18-nov-17 - - - 19-nov-17 - - - 20-nov-17 23 30 28,5 21-nov-17 22,5 31 28,5 22-nov-17 23 29,5 28,5 23-nov-17 22,5 30 29,5 24-nov-17 22 30 28,5 25-nov-17 - - - 26-nov-17 - - - 27-nov-17 24,5 29,5 29 27-nov-17 23 29,5 28,5 29-nov-17 22,5 30 29,5 30-nov-17 22 30 28,5 01-déc-17 21 30 29,5 02-déc-17 - - -

~ 55 ~

Annexe 5 : Tableau des relevés de la turbidité de l’eau d’élevage

Dates Relevés (cm) 14 aout 5 21 aout 7

28 aout 5 04 septembre 10

11 septembre 12

18 septembre 15 25 septembre 20 2 octobre 25 9 octobre 30

16 octobre 35

23 octobre 35 06 novembre 40 13novembre 40

Annexe 6 : Relevés hebdomadaire de la taille des alevins à l’aide de papier millimétré

~ 56 ~

Annexe 7 : Tableau des Taille moyenne (en cm) des larves de Tilapia en fonction de leur âge

Âge des Taille moyenne des individus (cm) larves Lot-T Lot-7j Lot-14j Lot-21j Lot-28j 1j 0,7 0,7 0,7 0,7 0,7 7j 1,14 1,15 1,15 1,15 1,15 14j 1,26 1,26 1,27 1,26 1,26 21j 1,33 1,35 1,37 1,37 1,37 28j 1,51 1,54 1,63 1,67 1,69 35j 1,58 1,63 1,7 1,74 1,77 42j 1,74 1,77 1,83 1,93 1,95 49j 1,79 1,85 1,9 1,97 2,05 56j 2,13 2,23 2,39 2,44 2,58 63j 2,63 2,7 2,87 2,99 3,2 70j 3,45 3,55 3,95 4,25 5,1 77j 4,63 4,69 5,15 5,69 6,29 84j 5,15 5,26 5,76 6,16 6,94 91j 6,83 6,97 7,1 7,39 7,82 98j 7,12 7,25 7,85 8,25 8,93 105j 8,25 8,45 8,95 9,36 10,05

~ 57 ~

Annexe 8 : Tableau des Poids moyens (en g) des larves de Tilapia en fonction de leur âge

Âge des Poids moyen des individus (g) larves Lot-T Lot-7j Lot-14j Lot-21j Lot-28j 1j 0,01 0,01 0,01 0,01 0,01 7j 0,017 0,018 0,018 0,017 0,018 14j 0,019 0,021 0,021 0,022 0,021 21j 0,023 0,024 0,023 0,024 0,026 28j 0,034 0,045 0,045 0,043 0,046 35j 0,042 0,052 0,05 0,055 0,065 42j 0,057 0,069 0,066 0,072 0,077 49j 0,068 0,077 0,076 0,078 0,084 56j 0,169 0,21 0,225 0,296 0,31 63j 0,48 0,55 0,606 0,65 0,77 70j 1,46 1,64 1,72 1,94 2,04 77j 2,15 2,4 3,05 3,17 3,93 84j 2,88 3,76 3,96 4,35 5,23 91j 5,94 6,97 7,18 7,4 8,26 98j 7,28 9,2 10,97 11,13 12,89 105j 11,56 13,5 15,5 15,77 17,45

40

40