Herpetologia Brasileira

Volume 3 - Número 2 - Julho de 2014 ISSN: 2316-4670 ISSN: INFORMAÇÕES GERAIS

A revista eletrônica Herpetologia Brasileira é quadrimestral (com números em março, julho e novembro) e publica textos sobre assuntos de interesse para a comunidade herpetológica brasileira. Ela é disponibilizada apenas online, na página da Sociedade Brasileira de Herpetologia; ou seja, não há versão impressa em gráfica. Entretanto, qualquer associado pode imprimir este arquivo.

SEÇÕES Editores Gerais: Taran Grant Marcio Martins Notícias da Sociedade Brasileira de Herpetologia: Esta seção Notícias da SBH: Fausto Barbo apresenta informações diversas sobre a SBH e é de responsabili- Giovanna G. Montingelli dade da diretoria da Sociedade. Notícias Herpetológicas Gerais: Cinthia Aguirre Brasileiro Paulo Bernarde Notícias Herpetológicas Gerais: Esta seção apresenta informa- Notícias de Conservação: Ariadne Ângulo ções e avisos sobre os eventos, cursos, concursos, fontes de financia- Débora Silvano mento, bolsas, projetos, etc., de interesse para nossa comunidade. Yeda Bataus Dissertações & Teses: Giovanna G. Montingelli Notícias de Conservação: Esta seção apresenta informações e Resenhas: José P. Pombal Jr. (anfíbios) avisos sobre a conservação da herpetofauna brasileira ou de fa- Renato Bérnils (répteis) tos de interesse para nossa comunidade. Trabalhos Recentes: Carlos Jared Ermelinda Oliveira Dissertações & Teses: Esta seção apresenta as informações so- Fernando Gomes bre as dissertações e teses sobre qualquer aspecto da herpetolo- João Alexandrino gia brasileira defendidas no período. Reuber Brandão Mudanças Taxonômicas: José A. Langone (anfíbios) Resenhas: Esta seção apresenta textos que resumem e avaliam Paulo C. A. Garcia (anfíbios) o conteúdo de livros de interesse para nossa comunidade. Paulo Passos (répteis) Métodos em Herpetologia: Camila Both Trabalhos Recentes: Esta seção apresenta resumos breves de Denis Andrade trabalhos publicados recentemente sobre espécies brasileiras, Felipe Grazziotin ou sobre outros assuntos de interesse para a nossa comunidade, Felipe Toledo preferencialmente em revistas de outras áreas. Ensaios & Opiniões: Julio C. Moura-Leite Luciana Nascimento Mudanças Taxonômicas: Esta seção apresenta uma lista des- Teresa Cristina Ávila-Pires critiva das mudanças na taxonomia da herpetofauna brasileira, Notas de História Natural: Cynthia Prado incluindo novas espécies e táxons maiores, novos sinônimos, Marcelo Menin novas combinações e rearranjos maiores. Marcio Borges-Martins Mirco Solé Métodos em Herpetologia: Esta seção apresenta descrições e Paula Valdujo estudos empíricos relacionados aos diversos métodos de cole- Ricardo Sawaya ta e análise de dados, representando a multidisciplinaridade da Obituários: Francisco L. Franco herpetologia moderna. Marinus Hoogmoed Contato para Publicidade: Magno Segalla Ensaios & Opiniões: Esta seção apresenta ensaios históricos e biográficos, opiniões sobre assuntos de interesse em herpetolo- Sociedade Brasileira de Herpetologia gia, descrições de instituições, grupos de pesquisa, programas www.sbherpetologia.org.br de pós-graduação, etc. Presidente: Marcio Martins 1º Secretário: Fausto Erritto Barbo Notas de História Natural: Esta seção apresenta artigos cur- 2º Secretário: Thais Barreto Guedes tos que, preferencialmente, resultam de observações de campo, 1º Tesoureiro: Vivian Carlos Trevine de natureza fortuita, realizadas no Brasil ou sobre espécies que 2º Tesoureiro: Rachel Montesinos ocorrem no país. Os artigos não devem versar sobre (1) novos Conselho: Taran Grant, José Perez Pombal Júnior, registros ou extensões de área de distribuição, (2) observações Magno Vicente Segalla, Ulisses Caramaschi, realizadas em cativeiro ou (3) aberrações morfológicas. Teresa Cristina Ávila-Pires. © Sociedade Brasileira de Herpetologia Obituários: Esta seção apresenta artigos avisando sobre o fale- cimento recente de um membro da comunidade herpetológica Diagramação: Airton de Almeida Cruz brasileira ou internacional, contendo uma descrição de sua con- Foto da Capa: Oxybelis fulgidus, Porto Velho, RO. Foto: tribuição para a herpetologia. Diego Meneghelli. ÍNDICE

Notícias da Sociedade Brasileira de Herpetologia...... 27

Notícias Herpetológicas Gerais...... 28

Notícias de Conservação...... 29

Dissertações & Teses...... 32

Resenhas...... 33

Trabalhos Recentes...... 35

Mudanças Taxonômicas...... 37

Ensaios & Opiniões...... 49

Notas de História Natural...... 60

Corallus batesii, Porto Velho, RO. Foto: Diego Meneghelli. Notícias da Sociedade 27 Brasileira de Herpetologia

SAJH ENTRA NA SCOPUS inúmeras horas à editoração de manus- MUDANÇA NAS MUDANÇAS critos. Devido a outras exigências profis- TAXONÔMICAS Em 2013, a revista científica da SBH, sionais e pessoais, às vezes os editores são a South American Journal of Herpetolo- obrigados a renunciar aos cargos para po- Começando com o número atual, a se- gy (SAJH), foi aceita para indexação no der atender a outras demandas e permitir ção de Mudanças Taxonômicas deixa de Science Citation index Expanded e no que outros pesquisadores passem a fazer ser escrita apenas pelos Editores da Seção Journal of Citation Reports, o banco de parte dos corpos editoriais. A SBH agra- (como nas Seções de Notícias) e passa a dados usado para calcular o Fator de Im- dece imensamente os seguintes editores, receber contribuições de diversos autores pacto do ISI, o principal índice usado pela que tiveram que renunciar aos seus car- (como nas Seções de Métodos e Ensaios & CAPES para classificar os periódicos cien- gos, por todos os esforços para construir Opiniões, por exemplo). Esta mudança re- tíficos pelo sistema Qualis. Em maio de e melhorar as nossas revistas: duz as exigências dos Editores da Seção e, 2014, a Scopus nos avisou que também ao mesmo tempo, permite maior flexibi- vai incluir a SAJH em seu banco de dados. SAJH–Associate Editors: Adrian Garda, lidade no tipo de contribuição publicada. A CAPES utiliza como um segundo indi- Carlos A. G. Cruz, Cynthia P. A. Prado e Por exemplo, no número atual sai a lista cador de estratificação de periódicos o ín- Gustavo Scrocchi atualizada de anfíbios do Brasil. No caso dice H que o Scimago calcula a partir do SAJH–Receiving Editor: Laura Rodrigues das listas de anfíbios e répteis, a vantagem banco de dados da Scopus. Vieira de Alencar desse formato é que ele passa a ser facil- HB–Editores de Seção: Ariadne Angulo mente citável, já que se trata de um artigo (Notícias de Conservação) e Paulo Passos publicado em uma revista. Dada a impor- MUDANÇAS NOS CORPOS (Mudanças Taxonômicas–Répteis) tância das listas para a comunidade geral, EDITORIAIS e não apenas para os membros da SBH, o Também damos as boas-vindas à nova arquivo em formato PDF desse artigo será A produção das revistas da SBH só Recieving Editor da SAJH, Danielle Ange- disponibilizado para acesso aberto na pá- é possível graças à dedicação dos mem- lini Fabri, e ao novo Editor de Notícias de gina principal da SBH. bros dos corpos editorias que dedicam Conservação da HB, Luis Fernando Marin.

Sphaernohynchus lacteus, Porto Velho, RO. Foto: Diego Meneghelli.

Herpetologia Brasileira - Volume 3 - Número 2 - Julho de 2014 28 Notícias Herpetológicas Gerais

PRIMER CONGRESO PARAGUAYO III WORKSHOP ECOLOGIA Grécia. O prazo para envio de resumos DE HERPETOLOGIA E EVOLUÇÃO termina no dia 5 de agosto. Göran Nilson e Luca Luiselli serão os palestrantes con- O evento ocorrerá entre os dias 19 e Este evento será realizado nos dias 6 vidados. Informações detalhadas sobre o 22 de novembro de 2014 em San Lorenzo, e 7 de novembro de 2015 em São Paulo, evento podem ser obtidas na página do Paraguai, e é promovido pela Asociación SP. O objetivo do evento é promover a in- evento: www.elerpe.org/viperconf.html Paraguaya de Herpetología. Mais infor- tegração entre alunos de graduação e pós- mações podem ser encontradas na página -graduação e pesquisadores interessados do evento. https://www.facebook.com/ em Ecologia e Evolução. Haverá palestras THE SOCIETY FOR INTEGRATIVE apaherpetologia ministradas por pesquisadores brasileiros AND COMPARATIVE BIOLOGY e estrangeiros sobre temas atuais em Eco- (SICB) – ANNUAL MEETING 2015 logia e Evolução. Alunos de pós-graduação SIMPÓSIO INTERNACIONAL DE poderão apresentar trabalhos por comu- O próximo congresso da SICB será re- ECOLOGIA E CONSERVAÇÃO nicação oral ou pôster. O evento será pro- alizado entre 3 e 7 de janeiro de 2015 no movido pelo Programa de Pós-Graduação hotel Marriott West Palm Beach em West O evento ocorrerá nos dias 25 a 27 de em Ecologia e Evolução da UNIFESP, Cam- Palm Beach, Flórida, Estados Unidos. A agosto de 2014, em Belo Horizonte, MG, pus Diadema. Maiores informações na pá- chamada para resumos está aberta e se e comemorará os 25 anos do programa de gina do evento: https://www.facebook. encerra em 3 de setembro de 2014. Mais Pós-Graduação em Ecologia, Conservação com/ecoevoworkshop informações sobre o evento podem ser en- e Manejo da Vida Silvestre da UFMG. Ha- contradas na página do congresso: www. verá palestras de pesquisadores brasileiros sicb.org/meetings/2015 e estrangeiros, além da apresentação de IV BIOLOGY OF VIPERS trabalhos em sessões de comunicação oral CONFERENCE e pôster. Mais informações podem ser obtidas no site do evento. http://simposio- O evento será será realizado entre 10 ecmvs2014.wordpress.com/programacao e 13 de outubro de 2014 em Atenas, na

Adelphobates quinquevittatus, Porto Velho, RO. Foto: Diego Meneghelli.

Herpetologia Brasileira - Volume 3 - Número 2 - Julho de 2014 Notícias 29 de Conservação

TERCEIRA MONITORIA ANUAL Foi elaborado em 2010 e seu prazo final é DO PLANO DE AÇÃO NACIONAL em 2015. O objetivo do plano é reduzir o HERPETOFAUNA INSULAR grau de ameaça de seis espécies endêmi- cas, sendo três serpentes (Bothrops insu- A 3ª Monitoria anual do Plano de Ação laris, Bothrops alcatraz e Dipsas albifrons Nacional para Conservação da Herpeto- cavalheiroi) e três anfíbios (Scinax alcatraz, fauna Insular Ameaçada de Extinção (PAN Scinax peixotoi e Cycloramphus faustoi). A Herpetofauna insular) foi realizada no implementação das 54 ações do PAN foi período de 2 a 4 de junho, na ACADEBio/ avaliada em plenária, as ações foram revi- ICMBio, no município de Iperó, SP. A reu- sadas, qualificadas quanto ao andamento, nião contou com a participação de 20 pes- ajustadas, ou mesmo excluídas, quando soas, representando as instituições par- necessário, visando estratégias mais efeti- ceiras de ensino e pesquisa e instituições vas para o alcance dos objetivos específicos governamentais e não governamentais, do plano. Considerando-se que o período como: Marinha do Brasil (MB), Instituto da monitoria foi de junho de 2013 a junho Butantan (IB), Instituto Vital Brazil (IVB), de 2014, observou-se (ver figuras) que Centro de Estudos de Venenos e Animais não houve avanço no percentual de ações Peçonhentos (CEVAP/UNESP), Universi- concluídas (13%). No entanto, houve au- dade do Cruzeiro do Sul (UNICSUL), Ins- mento para ações em andamento confor- tituto Nacional de Pesquisa da Amazônia me o prazo previsto (33% para 35%), as- Figura 3: Participantes da terceira Monitoria Anual (INPA), Fundação Parque Zoológico de São sim como, para ações em andamento com do PAN Herpetofauna Insular, no período de 2 a 4 de Paulo (Zoo SP), CEAM Galápagos, Projeto problemas (normalmente falta de recursos junho de 2014, ACADEBio/ICMBio, Iperó, SP. Dacnis, Grupo Assessor do PAN (GAP), financeiros e de vontade política) de 28% Centro Nacional de Pesquisa e Conserva- para 29%. Todavia, houve uma redução de até recentemente, a utilização de parte da ção de Répteis e Anfíbios (RAN/ICMBio), ações não concluídas no prazo ou não ini- Ilha dos Alcatrazes pela Marinha do Bra- Estação Ecológica Tupinambás e Área de ciadas (26% para 23%), que dificilmente sil para exercícios de tiro, que afugentava Relevante Interesse Ecológico Ilhas da serão concluídas até o final do PAN. os animais, destruía ninhos de aves mari- Queimada Pequena e Queimada Grande. Entre as principais ameaças às espé- nhas e provocava incêndios na vegetação. O PAN possui um recorte geográfico en- cies alvo estão: o fato de terem distribui- A boa notícia é que, desde 2013, a calibra- globando as ilhas do Arquipélago dos Al- ção restrita às pequenas ilhas, a retirada gem dos canhões e os exercícios de tiro catrazes e a Ilha da Queimada Grande, lo- de espécimes para biopirataria, a intro- passaram para a ilha da Sapata, outra ilha calizadas no litoral do estado de São Paulo. dução de espécies exóticas invasoras e, do Arquipélago dos Alcatrazes, mas que fica fora dos limites da ESEC e do PAN. 0% 0% Essa mudança ocorreu após elaboração e implementação do Termo de Compro- 13% 13% misso entre a MB, IBAMA e ICMBIO, do 26% 23% PAN Herpetofauna Insular, de muito es- forço da equipe da ESEC Tupinambás e de parceiros incansáveis. Durante a oficina também houve apresentação de estudos 33% 35% realizados na ilha da Queimada Grande envolvendo espécie alvo do plano e sobre a gestão da ESEC Tupinambás no contex- to do gerenciamento costeiro. O IVB e 28% 29% CEVAP também fizeram apresentação de suas experiências com estudos com serpentes em cativeiro. Essas instituições, assim como o Instituto Butantan e o Zoo SP, Início planejado posterior Ações novas estão aguardando a revisão da IN/ICMBio Não concluída ou não iniciada Não concluída ou não iniciada 22/2012, que trata dos Programas em Ca- tiveiro para espécies ameaçadas de extin- Em andamento com problemas Em andamento com problemas ção, pois têm interesse em formar um pro- Em andamento conforme previsto Em andamento conforme previsto grama com essa finalidade para espécies alvo do PAN. O representante da Marinha Concluída Concluída do Brasil também apresentou uma pales- Figura 1: Situação do PAN Herpetofauna insular no Figura 2: Situação do PAN Herpetofauna insular tra sobre a atuação da marinha na região momento da 3ª monitoria anual. após a 3ª monitoria anual. do Arquipélago dos Alcatrazes.

Herpetologia Brasileira - Volume 3 - Número 2 - Julho de 2014 30 Notícias de Conservação

PRIMEIRA MONITORIA ANUAL NOVA LISTA DAS ESPÉCIES DA II SIMPÓSIO GAÚCHO DO PLANO DE AÇÃO NACIONAL FAUNA AMEAÇADA NO RIO DE HERPETOLOGIA HERPETOFAUNA DA MATA GRANDE DO SUL AGUARDA SER ATLÂNTICA NORDESTINA PUBLICADA HÁ MAIS DE UM ANO Entre 24 e 26 de setembro de 2014 será realizado em Porto Alegre, no Cam- O PAN Herpetofauna da Mata Atlân- Morosidade institucional, pressão pus do Vale da Universidade Federal do tica Nordestina foi aprovado pela Por- política e lobby do setor hidrelétrico têm Rio Grando de Sul (UFRGS), o II Simpósio taria ICMBio nº 200 de 01/07/2013, trancado a publicação da nova Lista Ofi- Gaúcho de Herpetologia. Inscrições e de- cujo prazo de execução é de 5 anos. O cial das Espécies da Fauna Silvestre Ame- mais informações podem ser encontradas objetivo geral do plano é aumentar o açada de Extinção no Rio Grande do Sul, na página do evento. conhecimento sobre as espécies foco e cuja preparação foi finalizada em julho minimizar o efeito das ações antrópicas de 2013, sob coordenação da Fundação de forma a contribuir para a conserva- Zoobotânica (FZB‑RS) e com a partici- ção das 58 espécies de anfíbios e répteis pação de 275 pesquisadores. Apesar de beneficiadas direta ou indiretamente o governo estadual ter assumido o com- pelo plano. A 1ª Monitoria anual do promisso, por decreto, de publicar a lista PAN Herpetofauna da Mata Atlântica ainda em 2013, um ano depois o processo Nordestina foi coordenada pelo Centro encontra-se parado e nenhuma explicação Nacional de Pesquisa e Conservação oficial foi fornecida. A lista atualmente de Répteis e Anfíbios (RAN/ICMBio) e em vigor, publicada em 2002, encontra- ocorreu no período de 24 a 29 de março -se defasada, uma vez que, à época, nem na Academia Nacional de Biodiversida- todas as espécies foram avaliadas. Além de (ACADEBIO/ICMBio), em Iperó, SP. disso, nesses mais de dez anos decorridos Participaram da reunião 18 represen- entre as duas avaliações, a descrição de tantes de instituições governamentais, novas espécies, a ampliação de registros de ensino e pesquisa e do terceiro setor, de ocorrência, o acúmulo de informações tais como: UESC, UFP, UFC, UFRPE, produzidas, bem como o envolvimento UCS, UFRN, Secretarias de Meio Am- de um maior número de especialistas no biente dos estados do Ceará, Paraíba e processo de avaliação (com a realização de Sergipe, PARNA Serra do Catimbaus, oficinas de treinamento e consulta pública IBAMA/RN, RAN/ICMBio, COPAN/ online) permitiram que em 2013 todas as 50 ANOS DA LISTA VERMELHA DE ICMBio, Associação Guardião da ARA espécies conhecidas para o estado fossem ESPÉCIES AMEAÇADAS DA UICN do Pratigi e Conselho Gestor da APA do avaliadas. Nesta ocasião, espécies como o Catolé. Entre os principais produtos da sapinho-verde-de-barriga-vermelha (Me- Em 2014, a União Internacional para reunião destacam-se o ajuste do recorte lanophryniscus admirabilis) e a lagartixa- Conservação da Natureza (UICN) come- geográfico do Plano, a revisão das es- -da-areia (Liolaemus arambarensis), ambos mora os 50 anos da publicação da Lista pécies beneficiadas e a delimitação das descritos em 2003, foram pela primeira Vermelha de Espécies Ameaçadas. Atual- áreas estratégicas. A monitoria possibi- vez avaliados, tendo sido considerados, mente, a lista (que contém tanto espécies litou, também, o redirecionamento das respectivamente, Criticamente Em Peri- ameaçadas como não ameaçadas) conta ações do plano para a atual realidade e go (CR) e Em Perigo (EN) no Rio Grande com cerca de 73.000 espécies, avaliadas maturidade dos articuladores das ações do Sul. Além destas, outras 126 espécies por mais de 8.000 colaboradores. A com- e do próprio RAN. consideradas ameaçadas não aparecem na pilação de informações começou ainda na lista anterior. Com o objetivo de pressio- década de 50, através de um sistema de ca- nar o governo do Estado a publicar a lista tálogo de fichas contendo dados de mamí- imediatamente, sem censuras nem altera- feros e aves ameaçados. Na década de 60, ções em seu conteúdo, o Instituto Curica- as fichas foram transformadas em conjun- ca criou um abaixo-assinado virtual, que tos de folhas soltas, organizadas dentro pode ser acessado aqui. de pastas vermelhas, em dois volumes. No entanto, esses dados ainda não se en- contravam disponíveis para circulação geral. Finalmente, em 1964, a primeira lista abrangente de mamíferos e aves ameaça- dos foi compilada e publicada, permitindo o acesso público aos dados. Desde então, com o incremento de recursos e de espe- Participantes da primeira Monitoria Anual do PAN Herpetofauna da Mata Atlântica Nordestina (Foto: Melanophryniscus admirabilis, Arvorezinha, RS. Foto: cialistas envolvidos, a lista foi crescendo Acervo RAN). Luis Fernando Marin da Fonte. e as informações foram se tornando cada

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vez mais acessíveis. Em 2000, por exem- espécies, incluindo anfíbios e répteis, são CONGRESSO MUNDIAL DE plo, a Lista Vermelha foi disponibilizada de fundamental importância. PARQUES DA UICN na internet, democratizando o acesso aos dados e permitindo atualizações mais fre- O evento, que ocorre apenas a cada quentes. Neste contexto, em 2004 foi ter- SIMPÓSIO DE PESQUISAS EM dez anos, será realizado entre os dias 12 minada a avaliação global de quase todas CONSERVAÇÃO DE ANFÍBIOS e 19 de Novembro de 2014, em Sidney, as espécies de anfíbios conhecidas na épo- EM LONDRES, INGLATERRA Austrália. Trata-se de um fórum global, ca. Mas como as avaliações têm uma vali- organizado pela UICN, para discussões dade de dez anos, a maioria das espécies Nos dias 10 e 11 de Maio de 2014 foi re- envolvendo áreas protegidas. Além de deveria ter sido reavaliada em 2014. Atu- alizado o Amphibian Conservation Rese- definir a agenda para a conservação de almente, fazem parte da lista da IUCN 835 arch Symposium (ACRS), organizado pelo áreas protegidas para a próxima déca- espécies de anfíbios que ocorrem no Bra- Manchester Amphibian Research Group da, o Congresso pretende ser um canal sil. Por outro lado, as avaliações globais e pela Sociedade Zoológica de Londres. para apresentação, discussão e criação de de espécies de répteis com ocorrência no Ações voltadas à conservação de anfíbios, abordagens originais para conservação País ainda encontram-se defasadas, com com ênfase em pesquisas realizadas in e e desenvolvimento. Mais informações apenas 144 espécies avaliadas. Entretan- ex situ, foram o tema central do simpósio. podem ser encontradas na página do to, dentro do contexto Termo de recipro- O evento foi estruturado na apresentação evento. cidade entre o Instituto Chico Mendes de de palestras e painéis, abrangendo temas Conservação da Biodiversidade (ICMBio) como panorama geral da conservação glo- e a UICN, as avaliações nacionais de rép- bal de anfíbios (por Jaime Garcia Moreno, OPORTUNIDADES DE teis endêmicos do Brasil subsidiarão dire- Amphibian Survival Alliance) e exposição FINANCIAMENTO PARA tamente as avaliações globais da UICN. O de programas de conservação bem suce- PESQUISAS EM CONSERVAÇÃO mesmo se dará com os anfíbios endêmicos didos (como o da Salamandra-Gigante do Brasil. Para uma breve introdução à Lis- na China; Helen Meredith, University of O diretório Terra Viva Grants compila ta Vermelha da UICN, confira este vídeo. Kent), bem como de programas de rein- diversas oportunidades de financiamento trodução de espécies em ambientes natu- para pesquisas e projetos comunitários rais na Europa (John Buckley, Amphibian em países em desenvolvimento. A base de LISTA VERMELHA DE and Reptile Conservation). Também foi dados pode ser pesquisada, entre outros, ECOSSISTEMAS DA UICN apresentada uma sessão sobre estudos en- por subárea (e.g. Biodiversity Conserva- volvendo doenças em anfíbios, incluindo tion Wildlife) e região do globo (e.g. Latin Alguns resultados parciais da avalia- um potencial tratamento in situ para qui- America and Caribbean). ção da Mata Atlântica na Lista Vermelha tridiomicose (Mike Hudson, University of de Ecossistemas da UICN foram recente- Kent) e a apresentação de novos registros mente divulgados. Apesar da metodologia de ocorrência do recém descoberto fungo COMISSÃO DE SOBREVIVÊNCIA de avaliação ainda se encontrar em fase quitrídeo Batrachochytrium salamandrivo- DAS ESPÉCIES DA UICN LANÇA de aprimoramento no Brasil, dados par- rans, altamente virulento para salaman- RELATÓRIO DE 2013 ciais relativos aos critérios A e B indicam dras (An Martel e Frank Pasmans, Univer- que aproximadamente 55% dos remanes- sity of Ghent). Até então, a doença tinha A SSC (Species Survival Commission) centes no Domínio Mata Atlântica encon- sido descrita apenas para os Países Baixos, da UICN tornou público o Relatório Anu- tram-se Criticamente Em Perigo (CR), 36% mas os novos registros em populações de al de atividades relativo ao ano de 2013. Em Perigo (EN) e 9% em situação Vulne- Salamandra salamandra de duas localida- A publicação apresenta as principais rável (VU). A avaliação do grau de ameaça des na Bélgica indicam que o fungo pode atividades realizadas no período, além de ecossistemas (aplicável em níveis local, estar expandindo sua área de ocorrência. de atualizações dos grupos de especia- nacional, regional e global) é uma nova listas da comissão, incluindo anfíbios e iniciativa da UICN e objetiva, entre ou- répteis. tros, fornecer informações que subsidiem 2014: ANO DA SALAMANDRA ações de conservação, planejamento do uso da terra e estabelecimento de políticas Com o objetivo de aumentar o conhe- de gestão ambiental. Iniciado em 2008, o cimento sobre anfíbios da ordem Caudata, projeto pretende publicar em meados de bem como estimular ações de conservação, 2015 o estudo From Alaska to Patagonia: educação e de pesquisa para o grupo, as Red List of the Continental Ecosystems of the organizações Partners in Amphibian and Americas, a primeira avaliação de ecossis- Reptile Conservation e Amphibian Survival temas em nível continental. No contexto Alliance definiram 2014 como o “Ano da Sa- das avaliações de ecossistemas, sobretudo lamandra”. Diversas atividades relacionadas com relação aos critérios C e D, informa- ao tema vêm sendo realizadas e podem ser ções relativas à riqueza e distribuição de conferidas na página oficial da iniciativa. Phyllomedusa tarsius, Guyana. Foto: Daniel Velho

Herpetologia Brasileira - Volume 3 - Número 2 - Julho de 2014 32 Dissertações & Teses

UNIVERSIDADE DE SÃO PAULO – USP

Instituto de Biociências Doutorado – 2014

Data da Defesa/Aprovação: 26 de maio de 2014 Programa de Pós-graduação: Zoologia Nome: Paulo Miranda Nascimento Título: Revisão da família Baurusuchidae e seu posicionamen- to filogenético dentro do clado Mesoeucrocodylia Orientador/Co-orientador: Hussam Zaher

UNIVERSIDADE ESTADUAL DE CAMPINAS – UNICAMP

Instituto de Biologia Mestrado – 2014

Data da Defesa/Aprovação: 04 de junho de 2014 Programa de Pós-graduação: Ecologia Nome: Thiago A. Pires Título: Diversidade filogenética, taxonômica e funcional e a estrutura de comunidades de anuros nas planícies costeiras do estado de São Paulo, sudeste do Brasil Orientador/Co-orientador: Ricardo J. Sawaya

UNIVERSIDADE FEDERAL DO PARÁ – UFPA / MUSEU PARAENSE EMÍLIO GOELDI – MPEG

Mestrado – 2014

Data da Defesa/Aprovação: 14 de maio de 2014 Programa de Pós-graduação: Zoologia Nome: Geraldo Rodrigues de Lima Filho Título: Filogeografia de Gonatodes humeralis (Reptilia: Spha- erodactylidae) no baixo curso dos rios Amazonas e Tocantins Orientador/Co-orientador: Teresa Cristina Sauer de Avila Pires

Leptophis ahaetulla, Porto Velho, RO. Foto: Diego Meneghelli. Phasmahyla exilis, Cariacica, ES. Foto: J. L. Gasparini.

Herpetologia Brasileira - Volume 3 - Número 2 - Julho de 2014 Resenhas 33

Bernie Krause. 2013. A grande orquestra da natureza – Descobrindo as origens da música no mundo selvagem. Editora Zahar. 247 pp.

A Bioacústica é uma ciência que se propõe a estudar os sons de origem biológica. Neste livro, Bernie Krause deixa claro aos seus leitores que essa ciência vai muito além dessa simples definição. Nascido na cidade de Detroit, Michigan, em 1938, Bernard Krause formou-se em Música pela Michigan University e traba- lhou com artistas como Bob Dylan e Rolling Stones e em filmes como “O bebê de Rosemary” e “Apocalipse Now”. A partir de 1968, data em que começaram as gravações para seu álbum “In a Wild Sanctuary”, Krause passou a ter grande interesse pelos sons da natureza, obtendo posteriormente seu Ph.D. em Bio- acústica pela Union Institute & University, Estados Unidos. Fundador da Wild Sanctuary, organização dedicada a gravação dos sons da natureza, possui atualmente mais de quatro mil horas de gravação e cerca de 15 mil espécies registradas. Escre- veu diversos livros sobre o assunto, como: Notes From the Wild – The Nature Recording Expeditions of Bernie Krause (1996); Into A Wild Sanctuary – A Life in Music & Natural Sound (1998); Wild Soundscapes – Discovering the Voice of the Natural World (2002). Seu mais recente livro “A Grande Orquestra da Natureza” é divido em nove capítulos: “O som é meu mestre” (1); “Vozes da terra” (2); “O som organizado da vida em sim mesma” (3); “Biofonia: a proto-orquestra” (4); “Primeiras notas” (5); “A cada um seu lugar no coro” (6); “Nas brumas do ruído” (7); “Ruído e biofonia/Óleo e água” (8); e “A coda da esperança” (9). Neles são apresentados e discutidos assuntos como a origem dos sons naturais, a complexidade desses sons, sua organização, polui- ção sonora e como reduzi-la, entre outros temas. Sem deixar-se mergulhar em termos técnicos e demasiadamente frios, Krause do ambiente, ou mesmo na aceitação de novas ideias ligadas mescla conceitos e gráficos com experiências pessoais das suas a evolução e ecologia das características acústicas. Krause ex- empreitadas como músico, gravador dos sons da natureza e põe com elegância e simplicidade que, com auxílio dos métodos cientista, tornando a leitura fluida e instigando a imaginação e e equipamentos atuais de gravação e análise acústica, somos a curiosidade do leitor. capazes de comparar e avaliar ambientes “saudáveis” e “doen- A paixão do autor pelos sons da natureza é contagiante. tes”, além de percebermos a organização sonora presente na Suas descrições das belezas das sonoridades são incrivelmente natureza. estimulantes, principalmente para os entusiastas da bioacústi- Para o autor, um dos principais empecilhos da compreensão ca (surge a vontade de pegar o equipamento e sair para o cam- da natureza acústica é o tradicional método de gravação e aná- po gravando tudo pela frente). Esse processo de humanização lise, no qual as gravações são feitas isoladamente, por exemplo, atribui a essa ciência, tão ligada às ciências exatas, um valor com apenas uma espécie registrada por gravação. De acordo artístico interessante, assim como já observado na música – com Krause, devido à natureza não funcionar de forma isolada, caso haja, de fato, distinção entre a música humana e os sons pelo contrário, de existir uma complexa trama de relações entre da natureza (assunto também abordado no livro). as partes, nosso tratamento não deveria ser diferente com os Ao longo do texto fica clara nossa negligência com um im- sons. A sugestão alternativa vem através da redução da impor- portante sentido para a comunicação: a audição. Não é inespe- tância dada a gravações “fatiadas”, exclusivas para determina- rado para nós, primatas primordialmente visuais, que o univer- dos fenômenos naturais (de origem biológica ou não), e da va- so acústico passe despercebido. Expressões comuns como “vejo lorização de gravações do conjunto ambiental como um todo, às o que você quer dizer”, “essa música é meio sombria” ou “esse quais se atribui o termo “paisagem sonora” (soundscape). Sua vi- som está bem claro para mim” exemplificam bem a questão. são, decerto, incentiva o registro e a compreensão da interação Consequentemente, “o som” já foi definido como um “sentido entre os sons, aspecto historicamente pouco abordado, mas, fantasma” (p. 24), ou mesmo não definido: “como eu poderia por outro lado, negligencia parcialmente o valor intrínseco do fazer isso? Nunca vi um som” (pp. 23‑24). Essa incapacidade registro das partes – processo igualmente importante, já que, natural dificulta nossa compreensão da paisagem acústica, para descrição da composição do todo, suas partes precisam es- como, por exemplo, ao avaliar o estado de conservação sonora tar previamente registradas e identificadas.

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Ao entrar no campo da música, o autor nos lembra que por e maior profundidade da leitura. É absolutamente incrível (e grande parte da história humana, nossa música foi fortemente amedrontador) ouvir o grave som do esturro de uma onça no influenciada pelos sons da natureza, mas que, em algum mo- meio de um tipicamente rico coro de anfíbios e insetos da flo- mento, essa conexão com o mundo natural foi perdida até o resta amazônica, ou a inesperada sonoridade melodiosa de ba- Renascimento. A partir deste ponto, passou-se a buscar uma leias orcas ao atacarem uma jubarte. maior conexão com a natureza, tanto nas ciências como nas ar- Certamente é um livro que interessa aos pesquisadores lites. Um nítido exemplo trata-se da música “Uiapuru” de Villa- gados a comunicação animal, assim como ao público geral. Em- -Lobos, que se inspira, como o nome indica, no melodioso e bora levemente repetitivo em certos momentos, ao comentar intrigante canto da ave brasileira homônima. pontos já previamente bem explorados, trata-se de uma obra Por fim, Krause expõe o alarmante quadro da conservação ousada por expor a importância e a beleza de um mundo senso- acústica mundial, indicando que há, atualmente, poucas áreas rial recorrentemente ignorado. “A Grande Orquestra da Natu- que possuem de fato suas características acústicas não altera- reza” faz parte de uma recente exploração de um novo mundo das pelo homem. Ressalta a importância dessas paisagens acús- do qual paradoxalmente já fazemos parte, aumentando a “visi- ticas para a saúde humana, embora reconheça a estranha exis- bilidade” de algo intrinsicamente invisível. tência da preferência pelo ruído humano (antropofonia) por algumas pessoas. No caminho de uma solução, o livro destaca a Fabio Hepp necessidade de darmos mais atenção a esses claros indicadores Universidade Federal do Rio de Janeiro, Museu Nacional não visuais da “saúde” dos ambientes naturais e dos ambientes Departamento de Vertebrados, Setor de Herpetologia em que vivemos. Quinta da Boa Vista, São Cristóvão Um ponto alto da publicação foi a disponibilização na in- CEP 20940‑040, Rio de Janeiro, RJ, Brasil ternet das várias gravações citadas ao longo do livro (bit.ly/or- E‑mail: [email protected] questranatureza). Todas as gravações possuem ótima qualidade (Fonte da imagem: www.zahar.com.br) e contribuem para um maior entendimento de suas descrições

Corallus hortulanus, Porto Velho, RO. Foto: Diego Meneghelli.

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Kleinteich, T., Gorb, S. N. Tongue adhesion in the dos conteúdos estomacais continham restos de serpente, e que horned frog Ceratophrys sp. Scientific Reports 4: 62,5% eram exclusivamente de serpentes. Entre as famílias 5225. DOI: 10.1038/srep05225 registradas (Boidae, Colubridae, Dipsadinae), destacam-se espécies venenosas Elapidae e Viperidae. Os autores também A evolução de uma língua para a captura da presa no relacionam a frequência das espécies ao tipo de hábitat; ambiente terrestre é considerada uma importante inovação serpentes terrestres apresentaram maior frequência (33), entre os vertebrados. Diversas linhagens desenvolveram seguidas por arborícolas (14), fossoriais (9) e semiarborícolas línguas que utilizam adesão para capturar e puxar presas para a (5). Uma dieta com mais de 50% em composição ofiófaga não boca. Várias espécies de sapos são bem conhecidas por predar é comum em aves de rapina e H. cachinnans parece apresentar presas com suas línguas protrusivas e adesivas e, algumas, um alto grau de especialização entre as espécies Neotropicais. por consumir presas grandes, comparadas às suas próprias Embora a revisão reforce esta informação, os autores indicam a dimensões corporais. No entanto, os mecanismos envolvidos necessidade de estudos a longo prazo em diferentes hábitats de na força aplicada e aderência na superfície de contato e as ocorrência da espécie. funções do muco que recobre a superfície da língua (sistema adesivo úmido), permanecem obscuros. Pela primeira vez o desempenho da força adesiva foi medido experimentalmente Steinberga, D. S., J. B. Losos, T. W. Schoener, D. A. in vivo com o sapo-de chifre do gênero Ceratophrys. Os Spillerc, J. J. Kolbed, e M. Leal. 2014. Predation- animais foram induzidos, por estímulos alimentares visuais, a associated modulation of movement-based signals “disparar” suas línguas para laminas de vidro conectadas a um by a Bahamian lizard. PNAS June 24, 2014 vol. 111 transdutor de força. Com esta configuração experimental, os no. 25: 9187‑9192. autores foram capazes de medir a duração do evento, a área e as forças adesivas do muco e a impressão da língua na superfície A comunicação é frequentemente um componente lisa durante o impacto. Apesar da presença do muco deixado importante das interações sociais. Indivíduos que emitem nas áreas de contato, outras características da língua (perfil de sinais encaram o desafio de capturar a atenção dos receptores superfície, propriedades dos materiais), são importantes para desejados e, ao mesmo tempo, evitar sua detecção por predadores gerar força adesiva. Em geral, os dados experimentais mostram potenciais. Os autores realizaram experimentos na natureza que as línguas destes anuros podem ser melhor comparadas para avaliar a hipótese de que espécies de presa podem modular com substancias adesivas sensíveis à pressão como as utilizadas as propriedades físicas de exibições que envolvem movimento em fitas ou rótulos adesivos. A combinação da projeção lingual em resposta à presença de predadores. Eles observaram que altamente dinâmica, a força adesiva elevada e a versatilidade machos de Anolis sagrei diminuem dramaticamente a amplitude potencial para fixação em superfícies estruturalmente e das exibições que envolvem movimentos com a cabeça (head- quimicamente variáveis (por exemplo, pele, penas, cutícula), bob displays) na presença de um lagarto predador (Leiocephalus faz da língua deste sapo um exemplo único de aderência carinatus), o que resultava em sinais menos conspícuos. biológica úmida. Embora sinais menos conspícuos possam ser mais seguros para os emissores, eles também reduzem a distância da qual parceiras potenciais e machos rivais podem detecta-lo, o que Costa, H. C., Lopes, L. E., Marçal, B. F., Zornin, G. The pode afetar o tamanho do território e o sucesso reprodutivo reptile hunter’s menu: A review of the prey species dos machos emissores. Os autores sugerem que estudos futuros of Laughing Falcons, Herpetotheres cachinnans (Aves: sobre interações predador-presa devem considerar os riscos Falconiformes). North-western Journal of Zoology. gerados por mudanças nos sinais para que se possa entender 10(2): art. 143601. 2014. melhor a influência da pressão de predação sobre a dinâmica das populações de presas. Entre os predadores de serpentes destacam-se as aves de rapina que posuem dieta generalista. O falcão Herpetotheres cachinnans é conhecido há décadas por predar répteis, Oliveira, D. P., B. Marioni, I. P. Farias e T. Hrbek. principalmente serpentes. As informações disponíveis na 2014. Genetic Evidence for Polygamy as a Mating literatura são provenientes, em sua maioria, de relatos e registros Strategy in Caiman crocodilos. Journal of Heredity anedóticos. Contudo, existem poucos estudos específicos doi:10.1093/jhered/esu020 sobre a sua dieta. Neste estudo, os autores realizaram uma revisão utilizando vários sites de busca, periódicos impressos Os autores estudaram o sistema de acasalamento do e dados originais. O acervo de 73 referências em artigos, jacaré da Amazônia (Caiman crocodilus) na Reserva de livros, anotações de campo e fotos, resultou ao equivalente Desenvolvimento Sustentável do Piagaçu-Purus, Amazonas, a 122 registros de presas em diversos grupos taxonomicos Brasil. Eles usaram seis locos polimórficos de microsatélites para (artrópodos, peixes Symbranchidae, anfíbios, lagartos e genotipar 13 fêmeas e 174 recém-eclodidos, representando 20 pequenos mamíferos), sendo que as serpentes foram as presas ninhos amostrados ao longo de quatro estações reprodutivas mais comuns, com 94 indivíduos registrados (77%). Os autores consecutivas (2007‑2010). A hipótese nula de paternidade única observaram também que, dos 24 estômagos analisados, 71% foi rejeitada para 19 dos 20 ninhos analisados, demonstrando

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que fêmeas de C. crocodilus são poliândricas e que o sistema de 53 machos copularam com as 20 fêmeas que possuíam os reprodutivo pode ser caracterizado como poligamia. Os ninhos estudados. Esse foi o primeiro estudo sobre sistema de dados indicam que um a quatro pais foram responsáveis pela acasalamento em C. crocodilus e a frequência de paternidade paternidade das crias e que os machos contribuíram de forma múltipla encontrada (95%) está entre as mais altas registradas diferente (9‑100%) para cada um dos 20 ninhos. Um total até agora para crocodilianos.

Phyllomedusa bicolor, Porto Velho, RO. Foto: Diego Meneghelli.

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Brazilian Amphibians: List of Species

Magno V. Segalla1,*, Ulisses Caramaschi2, Carlos Alberto Gonçalves Cruz2, Taran Grant3, Célio F. B. Haddad4, José A. Langone5, Paulo Christiano de Anchietta Garcia6

1 Laboratório de Herpetologia. Museu de História Natural Capão da Imbuia, CEP 82810‑080, Curitiba, PR, Brazil. 2 Universidade Federal do Rio de Janeiro, Museu Nacional, Departamento de Vertebrados, Quinta da Boa Vista, São Cristóvão, CEP 20940‑040, Rio de Janeiro, RJ, Brazil. 3 Departamento de Zoologia, Instituto de Biociências, Universidade de São Paulo, CEP 05508‑090, São Paulo, SP, Brazil. 4 Departamento de Zoologia, Instituto de Biociências, Universidade Estadual Paulista, Caixa Postal 199, CEP 13506‑906, Rio Claro, SP, Brazil. 5 Departamento de Herpetología, Museo Nacional de Historia Natural, Casilla de Correo 399, 11.000, Montevideo, Uruguay. 6 Departamento de Zoologia, Instituto de Ciências Biológicas; Universidade Federal de Minas Gerais, Avenida Antônio Carlos, 6627, Pampulha, CEP 31270‑901, Belo Horizonte, MG, Brazil. * Corresponding author. Email: [email protected]

The following list includes all recognized species of amphi- 16. Allobates masniger (Morales, 2002 “2000”) bians known to occur within the political borders of Brazil. The 17. Allobates nidicola (Caldwell & Lima, 2003) taxonomy follows Frost (2014). The present list differs from 18. Allobates olfersioides (A. Lutz, 1925) previous ones by incuding subfamilies (in parentheses follo- 19. Allobates paleovarzensis Lima, Caldwell, Biavati & Mon- wing familes). tanarin, 2010 The known amphibian fauna of Brazil comprises 1026 spe- 20. Allobates subfolionidificans (Lima, Sanchez & Souza, 2007) cies. The vast majority of species are anurans, including 988 21. Allobates sumtuosus (Morales, 2002 “2000”) species representing 19 families and 87 genera, followed by 22. Allobates vanzolinius (Morales, 2002 “2000”) caecilians, with 33 species in four families and 12 genera, and salamanders, with five species in a single family and genus. Family Aromobatidae (Allobatinae)

ORDER ANURA 23. Anomaloglossus baeobatrachus (Boistel & de Massari, 1999) Family Allophrynidae 24. Anomaloglossus roraima (La Marca, 1998) 25. Anomaloglossus stepheni (Martins, 1989) 1. Allophryne ruthveni Gaige, 1926 26. Anomaloglossus tamacuarensis (Myers & Donelly, 1997) 2. Allophryne relicta Caramaschi, Orrico, Faivovich, Dias & Solé, 2013 Family Brachycephalidae

Family Alsodidae 27. Brachycephalus alipioi Pombal & Gasparini, 2006 28. Brachycephalus atelopoide Miranda-Ribeiro, 1920 3. Limnomedusa macroglossa (Duméril & Bibron, 1841) 29. Brachycephalus brunneus Ribeiro, Alves, Haddad & dos Reis, 2005 30. Brachycephalus bufonoides Miranda-Ribeiro, 1920 Family Aromobatidae (Allobatinae) 31. Brachycephalus crispus Condez, Clemente-Carvalho & Haddad, 2014 4. Allobates brunneus (Cope, 1887) 32. Brachycephalus didactylus (Izecksohn, 1971) 5. Allobates caeruleodactylus (Lima & Caldwell, 2001) 33. Brachycephalus ephippium (Spix, 1824) 6. Allobates conspicuus (Morales, 2002 “2000”) 34. Brachycephalus ferruginus Alves, Ribeiro, Haddad & dos 7. Allobates crombiei (Morales, 2002 “2000”) Reis, 2006 8. Allobates femoralis (Boulenger, 1884 “1883”) 35. Brachycephalus garbeanus Miranda-Ribeiro, 1920 9. Allobates flaviventris Melo-Sampaio, Souza & Peloso, 36. Brachycephalus guarani Clemente-Carvalho, Giaretta, 2013 Condez, Haddad & dos Reis, 2012 10. Allobates fuscellus (Morales, 2002 “2000”) 37. Brachycephalus hermogenesi (Giaretta & Sawaya, 1998) 11. Allobates gasconi (Morales, 2002 “2000”) 38. Brachycephalus izecksohni Ribeiro, Alves, Haddad & dos 12. Allobates grillisimilis Simões, Sturaro, Peloso & Lima, Reis, 2005 2013 39. Brachycephalus margaritatus Pombal & Izecksohn, 2011 13. Allobates goianus (Bokermann, 1975) 40. Brachycephalus nodoterga Miranda-Ribeiro, 1920 14. Allobates hodli Simões, Lima & Farias, 2010 41. Brachycephalus pernix Pombal, Wistuba & Bornschein, 15. Allobates marchesianus (Melin, 1941) 1998

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42. Brachycephalus pitanga Alves, Sawaya, dos Reis & Ha- 83. Amazophrynella minuta (Melin, 1941) ddad, 2009 84. Amazophrynella vote Avila, Carvalho, Gordo, Kawashita- 43. Brachycephalus pombali Alves, Ribeiro, Haddad & dos -Ribeiro & Morais, 2012 Reis, 2006 85. Atelopus flavescens Duméril & Bibron, 1841 44. Brachycephalus pulex Napoli, Caramaschi, Cruz & Dias, 86. Atelopus hoogmoedi Lescure, 1974 2011 87. Atelopus spumarius Cope, 1871 45. Brachycephalus toby Haddad, Alves, Clemente-Carvalho 88. Dendrophryniscus berthalutzae Izecksohn, 1994 “1993” & Reis, 2010 89. Dendrophryniscus brevipollicatus Jiménez de la Espada, 46. Brachycephalus tridactylus Garey, Lima, Hartmann & 1871 “1870” Haddad, 2012 90. Dendrophryniscus carvalhoi Izecksohn, 1994 “1993” 47. Brachycephalus vertebralis Pombal, 2001 91. Dendrophryniscus krausae Cruz & Fusinatto, 2008 48. Ischnocnema ábdita Canedo & Pimenta, 2010 92. Dendrophryniscus leucomystax Izecksohn, 1968 49. Ischnocnema bolbodactyla (A. Lutz, 1925) 93. Dendrophryniscus oreites Recoder, Teixeira, Cassimiro, 50. Ischnocnema concolor Targino, Costa & Carvalho e Silva, Camacho & Rodrigues, 2010 2009 94. Dendrophryniscus organensis Carvalho-e-Silva, Mongin, 51. Ischnocnema epipeda (Heyer, 1984) Izecksohn & Carvalho-e-Silva, 2010 52. Ischnocnema erythromera (Heyer, 1984) 95. Dendrophryniscus proboscideus (Boulenger, 1882) 53. Ischnocnema gehrti (Miranda-Ribeiro, 1926) 96. Dendrophryniscus skuki (Caramaschi, 2012) 54. Ischnocnema gualteri (B. Lutz, 1974) 97. Dendrophryniscus stawiarskyi Izecksohn, 1994 “1993” 55. Ischnocnema guentheri (Steindachner, 1864) 98. Frostius erythrophthalmus Pimenta & Caramaschi, 2007 56. Ischnocnema henselii (Peters, 1872) 99. Frostius pernambucensis (Bokermann, 1962) 57. Ischnocnema hoehnei (B. Lutz, 1959 “1958”) 100. Melanophryniscus admirabilis Di Bernardo, Maneyro & 58. Ischnocnema holti (Cochran, 1948) Grillo, 2006 59. Ischnocnema izecksohni (Caramaschi & Kisteumacher, 101. Melanophryniscus alipioi Langone, Segalla, Bornschein & 1989 “1988”) de Sá, 2008 60. Ischnocnema juipoca (Sazima & Cardoso, 1978) 102. Melanophryniscus atroluteus (Miranda-Ribeiro, 1920) 61. Ischnocnema karst Canedo, Targino, Leite & Haddad, 2012 103. Melanophryniscus cambaraensis Braun & Braun, 1979 62. Ischnocnema lactea (Miranda-Ribeiro, 1923) 104. Melanophryniscus devincenzii Klappenbach, 1968 63. Ischnocnema manezinho (Garcia, 1996) 105. Melanophryniscus dorsalis (Mertens, 1933) 64. Ischnocnema melanopygia Targino, Costa & Carvalho e 106. Melanophryniscus fulvoguttatus (Mertens, 1937) Silva, 2009 107. Melanophryniscus klappenbachi Prigioni & Langone, 65. Ischnocnema nanahallux Brusquetti, Thomé, Canedo, 2000 Condez, Haddad, 2013 108. Melanophryniscus macrogranulosus Braun, 1973 66. Ischnocnema nasuta (A. Lutz, 1925) 109. Melanophryniscus montevidensis (Philippi, 1902) 67. Ischnocnema nigriventris (A. Lutz, 1925) 110. Melanophryniscus moreirae (Miranda-Ribeiro, 1920) 68. Ischnocnema octavioi (Bokermann, 1965) 111. Melanophryniscus pachyrhynus (Miranda-Ribeiro, 1920) 69. Ischnocnema oea (Heyer, 1984) 112. Melanophryniscus peritus Carmaschi & Cruz, 2011 70. Ischnocnema paranaensis (Langone & Segalla, 1996) 113. Melanophryniscus sanmartini Klappenbach, 1968 71. Ischnocnema parva (Girard, 1853) 114. Melanophryniscus setiba Peloso, Faivovich, Grant, Gaspa- 72. Ischnocnema penaxavantinho Giaretta, Toffoli & Oliveira, rini & Haddad, 2012 2007 115. Melanophryniscus simplex Caramaschi & Cruz, 2002 73. Ischnocnema pusilla (Bokermann, 1967) 116. Melanophryniscus spectabilis Caramaschi & Cruz, 2002 74. Ischnocnema randorum (Heyer, 1985) 117. Melanophryniscus tumifrons (Boulenger, 1905) 75. Ischnocnema sambaqui (Castanho & Haddad, 2000) 118. Melanophryniscus vilavelhensis Steinback-Padilha, 2009 76. Ischnocnema spanios (Heyer, 1985) 119. Oreophrynella quelchii Boulenger, 1895 77. Ischnocnema surda Canedo, Pimenta, Leite & Caramas- 120. Oreophrynella weiassipuensis Señaris, Nascimento & chi, 2010 Villarreal, 2005 78. Ischnocnema venancioi (B. Lutz, 1959 “1958”) 121. Rhaebo ecuadorensis Mueses-Cisneros, Cisneros-Heredia 79. Ischnocnema verrucosa (Reinhardt & Lütken, 1862) & Mcdiarmid, 2012 80. Ischnocnema vizottoi Martins & Haddad, 2010 122. Rhaebo guttatus (Schneider, 1799) 123. Rhinella abei (Baldissera-Jr,Caramaschi & Haddad, 2004) Family Bufonidae 124. Rhinella achavali (Maneyro, Arrieta & de Sá, 2004) 125. Rhinella acutirostris (Spix, 1824) 81. Amazophrynella bokermanni (Izecksohn, 1994 “1993”) 126. Rhinella arenarum (Hensel, 1867) 82. Amazophrynella manaos Rojas, Carvalho, Gordo, Ávila, 127. Rhinella azarai (Gallardo, 1965) Farias & Hrbek, 2014 128. Rhinella bergi (Céspedez, 2000 “1999”)

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129. Rhinella castaneotica (Caldwell, 1991) Family Ceratophryidae 130. Rhinella ceratophrys (Boulenger, 1882) 131. Rhinella cerradensis Maciel, Brandão, Campos & Sebben, 171. Ceratophrys aurita (Raddi, 1823) 2007 172. Ceratophrys cornuta (Linnaeus, 1758) 132. Rhinella crucifer (Wied-Neuwied, 1821) 173. Ceratophrys cranwelli Barrio, 1980 133. Rhinella dapsilis (Myers & Carvalho, 1945) 174. Ceratophrys joazeirensis Mercadal de Barrio, 1986 134. Rhinella dorbignyi (Duméril & Bibron, 1841) 175. Ceratophrys ornata (Bell, 1843) 135. Rhinella fernandezae (Gallardo, 1957) 176. Lepidobatrachus asper (Budgett, 1899) 136. Rhinella granulosa (Spix, 1824) 137. Rhinella henseli (A. Lutz, 1934) 138. Rhinella hoogmoedi Caramaschi & Pombal, 2006 Family Craugastoridae (Craugastorinae) 139. Rhinella icterica (Spix, 1824) 140. Rhinella inopina Vaz-Silva, Valdujo & Pombal, 2012 177. Haddadus aramunha (Cassimiro, Verdade & Rodrigues, 141. Rhinella jimi (Stevaux, 2002) 2008) 142. Rhinella magnussoni Lima, Menin & Araújo, 2007 178. Haddadus binotatus (Spix, 1824) 143. Rhinella major (Muller & Helmich, 1936) 179. Haddadus plicifer (Boulenger, 1888) 144. Rhinella margaritifera (Laurenti, 1768 ) 180. Strabomantis sulcatus (Cope, 1874) 145. Rhinella marina (Linnaeus, 1758) 146. Rhinella martyi Fouquet, Gaucher, Blanc & Vélez-Rodri- guez, 2007 Family Craugastoridae (Holoadeninae) 147. Rhinella merianae Gallardo, 1965 148. Rhinella mirandaribeiroi (Gallardo, 1965) 181. “Eleutherodactylus” bilineatus (Bokermann, 1975) Incer- 149. Rhinella nattereri Bokermann, 1967 tae sedis 150. Rhinella ocellata (Günther, 1859 “1858”) 182. Barycholos ternetzi (Miranda Ribeiro, 1937) 151. Rhinella ornata (Spix, 1824) 183. Euparkerella brasiliensis (Parker, 1926) 152. Rhinella paraguayensis Ávila, Pansonato & Strüssmann, 184. Euparkerella cochranae Izecksohn, 1988 2010 185. Euparkerella robusta Izecksohn, 1988 153. Rhinella proboscidea (Spix, 1824) 186. Euparkerella tridactyla Izecksohn, 1988 154. Rhinella pygmaea (Myers & Carvalho, 1952) 187. Holoaden bradei B. Lutz, 1959 “1958” 155. Rhinella roqueana (Melin, 1941) 188. Holoaden luederwaldti Miranda-Ribeiro, 1920 156. Rhinella rubescens (A. Lutz, 1925) 189. Holoaden pholeter Pombal, Siqueira, Dorigo, Vrcibradic & 157. Rhinella schneideri (Werner, 1894) Rocha, 2008 158. Rhinella scitula (Caramaschi & Niemeyer, 2003) 190. Holoaden suarezi Martins & Zaher, 2013 159. Rhinella veredas (Brandão,Maciel & Sebben, 2007) 191. Noblella myrmecoides (Lynch, 1976)

Family Centrolenidae (Centroleninae) Family Craugastoridae (Ceuthomantinae)

160. “Cochranella” adenocheira Harvey & Noonan, 2005 Incer- 192. Ceuthomantis cavernibardus (Myers & Donnelly, 1997) tae sedis 193. Oreobates crepitans (Bokermann, 1965) 161. Teratohyla midas (Lynch & Duellman, 1973) 194. Oreobates heterodactylus (Miranda-Ribeiro, 1937) 162. Vitreorana eurygnatha (A. Lutz, 1925) 195. Oreobates quixensis Jiménez de la Espada, 1872 163. Vitreorana parvula (Boulenger, 1895 “1894”) 196. Oreobates remotus Teixeira, Amaro, Recoder, Sena & 164. Vitreorana ritae (B. Lutz in B. Lutz & Kloss, 1952) Rodrigues, 2012 165. Vitreorana uranoscopa (Müller, 1924) 197. Pristimantis academicus Lehr, Moravec & Urrutia, 2010 198. Pristimantis achuar Elmer & Cannatella, 2008 199. Pristimantis acuminatus (Schreve, 1935) Family Centrolenidae (Hyalinobatrachinae) 200. Pristimantis altamazonicus (Barbour & Dunn, 1921) 201. Pristimantis aureolineatus Guayasamin, Ron, Cisneros- 166. Hyalinobatrachium cappellei (van Lidth de Jeude, 1904) -Heredia, Lamar & McCracken, 2006 167. Hyalinobatrachium carlesvilai Castroviejo-Fisher, Padial, 202. Pristimantis aureoventris Kok, Means & Bossuyt, 2011 Chaparro, Aguayo & De la Riva, 2009 203. Pristimantis buccinator (Rodriguez, 1994) 168. Hyalinobatrachium iaspidiense (Ayarzaqüena, 1992) 204. Pristimantis carvalhoi (B. Lutz in B. Lutz & Kloss, 1952) 169. Hyalinobatrachium mondolfii Señaris & Ayarzaguena, 205. Pristimantis chiastonotus (Lynch & Hoogmoed, 1977) 2001 206. Pristimantis conspicillatus (Günther, 1858) 170. Hyalinonatrachium munozorum (Lynch & Duellman, 207. Pristimantis delius (Duellman & Mendelson, 1995) 1973) 208. Pristimantis diadematus (Jiménez de la Espada, 1875)

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209. Pristimantis dundeei (Heyer & Muñoz, 1999) 258. Cycloramphus organensis Weber, Verdade, Salles, Fouquet 210. Pristimantis eurydactylus (Hedges & Schlüter, 1992) & Carvalho-e-Silva, 2011 211. Pristimantis fenestratus (Steindachner, 1864) 259. Cycloramphus rhyakonastes Heyer, 1983 212. Pristimantis gutturalis (Hoogmoed, Lynch & Lescure, 260. Cycloramphus semipalmatus (Miranda-Ribeiro, 1920) 1977) 261. Cycloramphus stejnegeri (Noble, 1924) 213. Pristimantis inguinalis (Parker, 1940) 262. Cycloramphus valae Heyer, 1983 214. Pristimantis lacrimosus (Jiménez de la Espada, 1875) 263. Thoropa lutzi Cochran, 1938 215. Pristimantis lanthanites (Lynch, 1975) 264. Thoropa megatympanum Caramaschi & Sazima, 1984 216. Pristimantis malkini (Lynch, 1980) 265. Thoropa miliaris (Spix, 1824) 217. Pristimantis marmoratus (Boulenger, 1900) 266. Thoropa petropolitana (Wandolleck, 1907) 218. Pristimantis martiae (Lynch, 1974) 267. Thoropa saxatilis Crocoft & Heyer, 1988 219. Pristimantis memorans (Myers & Donelly, 1997) 268. Thoropa taophora (Miranda-Ribeiro, 1923) 220. Pristimantis ockendeni (Boulenger, 1912) 269. Zachaenus carvalhoi Izecksohn, 1983”1982” 221. Pristimantis orcus Lehr, Catenazzi & Rodriguez, 2009 270. Zachaenus parvulus (Girard, 1853) 222. Pristimantis paulodutrai (Bokermann, 1975 “1974”) 223. Pristimantis peruvianus (Melin, 1941) 224. Pristimantis ramagii (Boulenger, 1888) 225. Pristimantis reichlei Padial & de La Riva, 2009 Family Dendrobatidae (Colostethinae) 226. Pristimantis skydmainos (Flores & Rodriguez, 1997) 227. Pristimantis toftae (Duellman, 1978) 271. Ameerega berohoka Vaz-Silva & Maciel, 2011 228. Pristimantis variabilis (Lynch, 1968) 272. Ameerega braccata (Steindachner, 1864) 229. Pristimantis ventrigranulosus Maciel, Vaz-Silva, de Oli- 273. Ameerega flavopicta (A. Lutz, 1925) veira & Padial, 2012 274. Ameerega hahneli (Boulenger, 1884 “1883”) 230. Pristimantis ventrimarmoratus (Boulenger, 1912) 275. Ameerega macero (Rodriguez & Myers, 1993) 231. Pristimantis vilarsi (Melin, 1941) 276. Ameerega petersi (Silverstone, 1976) 232. Pristimantis vinhai (Bokermann, 1975) 277. Ameerega picta (Bibron in Tschudi, 1838) 233. Pristimantis zeuctotylus (Lynch & Hoogmoed, 1977) 278. Ameerega pulchripecta (Silverstone, 1976) 234. Pristimantis zimmermanae (Heyer & Hardy, 1991) 279. Ameerega trivittata (Spix, 1824)

Family Cycloramphidae Family Dendrobatidae (Dendrobatinae)

235. Cycloramphus acangatan Verdade & Rodrigues, 2003 280. Adelphobates castaneoticus (Caldwell & Myers, 1990) 236. Cycloramphus asper Werner, 1899 281. Adelphobates galactonotus (Steindachner, 1864) 237. Cycloramphus bandeirensis Heyer, 1983 282. Adelphobates quinquevittatus (Steindachner, 1864) 238. Cycloramphus bolitoglossus (Werner, 1897) 283. Dendrobates leucomelas Steindachner, 1864 239. Cycloramphus boraceiensis Heyer, 1983 284. Dendrobates tinctorius (Cuvier, 1797) 240. Cycloramphus brasiliensis (Steindachner, 1864) 285. Ranitomeya amazonica (Schulte, 1999) 241. Cycloramphus carvalhoi Heyer, 1983 286. Ranitomeya cyanovittata Perez-Peña, Chavez, Twomey & 242. Cycloramphus catarinensis Heyer, 1983 Brown, 2010 243. Cycloramphus cedrensis Heyer, 1983 287. Ranitomeya defleri Twomey & Brown, 2009 244. Cycloramphus diringshofeni Bokermann, 1957 288. Ranitomeya flavovittata (Schulte, 1999) 245. Cycloramphus dubius (Miranda-Ribeiro, 1920) 289. Ranitomeya sirensis (Aichinger, 1991) 246. Cycloramphus duseni (Andersson, 1914) 247. Cycloramphus eleutherodactylus (Miranda-Ribeiro, 290. Ranitomeya toraro Brown, Caldwell, Twomey, Melo-Sam- 1920) paio & Souza, 2011 248. Cycloramphus faustoi Brasileiro, Haddad, Sawaya & Sazi- 291. Ranitomeya uakarii Brown, Schulte & Summers, 2006 ma, 2007 292. Ranitomeya vanzolinii (Myers, 1982) 249. Cycloramphus fuliginosus Tschudi, 1838 293. Ranitomeya variabilis (Zimmermann & Zimmermann, 250. Cycloramphus granulosus A. Lutz, 1929 1988) 251. Cycloramphus izecksohni Heyer, 1983 294. Ranitomeya yavaricola Perez-Peña, Chavez, Twomey & 252. Cycloramphus juimirim Haddad & Sazima, 1989 Brown, 2010 253. Cycloramphus lithomimeticus DaSilva & Ouvernay 2012 254. Cycloramphus lutzorum Heyer, 1983 255. Cycloramphus migueli Heyer, 1988 Family Dendrobatidae (Hyloxalinae) 256. Cycloramphus mirandaribeiroi Heyer, 1983 257. Cycloramphus ohausi (Wandolleck, 1907) 295. Hyloxalus chlorocraspedus (Caldwell, 2005)

Herpetologia Brasileira - Volume 3 - Número 2 - Julho de 2014 Mudanças Taxonômicas 41

Family Eleutherodactylidae (Phyzelaphryninae) 330. Aplastodiscus arildae (Cruz & Peixoto, 1987 “1985”) 331. Aplastodiscus callipygius (Cruz & Peixoto, 1985 “1984”) 296. Adelophryne adiastola Hoogmoed & Lescure, 1984 332. Aplastodiscus cavicola (Cruz & Peixoto, 1985 “1984”) 297. Adelophryne baturitensis Hoogmoed, Borges & Cascon, 333. Aplastodiscus cochranae (Mertens, 1952) 1994 334. Aplastodiscus ehrhardti (Müller, 1924) 298. Adelophryne gutturosa Hoogmoed & Lescure, 1984 335. Aplastodiscus eugenioi (Carvalho e Silva & Carvalho e 299. Adelophryne maranguapensis Hoogmoed, Borges & Cas- Silva, 2005) con, 1994 336. Aplastodiscus flumineus (Cruz & Peixoto, 1985 “1984”) 300. Adelophryne meridionalis Santana, Fonseca, Neves & 337. Aplastodiscus ibirapitanga (Cruz, Pimenta & Silvano, Carvalho 2013 “2012” 2003) 301. Adelophryne mucronatus Lourenço-de-Moraes, Solé & 338. Aplastodiscus leucopygius (Cruz & Peixoto, 1985 “1984”) Toledo, 2012 339. Aplastodiscus musicus (B. Lutz, 1948) 302. Adelophryne pachydactyla Hoogmoed, Borges & Cascon, 340. Aplastodiscus perviridis A. Lutz in B. Lutz, 1950 1994 341. Aplastodiscus sibilatus (Cruz, Pimenta & Silvano, 2003) 303. Phyzelaphryne miriamae Heyer, 1977 342. Aplastodiscus weygoldti (Cruz & Peixoto, 1987 “1985”) 343. Bokermannohyla ahenea (Napoli & Caramaschi, 2004) 344. Bokermannohyla alvarengai (Bokermann, 1956) Family Hemiphractidae 345. Bokermannohyla astartea (Bokermann, 1977) 346. Bokermannohyla caramaschii (Napoli, 2005) 304. Fritziana fissilis (Miranda Ribeiro, 1920) 347. Bokermannohyla carvalhoi (Peixoto, 1981) 305. Fritiziana goeldii (Boulenger, 1895 “1894”) 348. Bokermannohyla capra Napoli & Pimenta, 2009 306. Fritziana ohausi (Wandolleck, 1907) 349. Bokermannohyla caramaschii (Napoli, 2005) 307. Gastrotheca albolineata (Lutz & Lutz, 1939) 350. Bokermannohyla circumdata (Cope, 1871) 308. Gastrotheca ernestoi Miranda Ribeiro, 1920 351. Bokermannohyla claresignata (A. Lutz & B. Lutz, 1939) 309. Gastrotheca fissipes (Boulenger, 1888) 352. Bokermannohyla clepsydra (A. Lutz, 1925) 310. Gastrotheca flamma Juncá & Nunes, 2008 353. Bokermannohyla diamantina Napoli & Juncá, 2006 311. Gastrotheca fulvorufa (Andersson, 1911) 354. Bokermannohyla feioi (Napoli & Caramaschi, 2004) 312. Gastrotheca megacephala Izecksohn, Carvalho-e-Silva & 355. Bokermannohyla flavopicta Leite, Pezzuti & Garcia, Peixoto, 2009 2012 313. Gastrotheca microdiscus (Andersson in Lönnberg & An- 356. Bokermannohyla gouveai (Peixoto & Cruz, 1992) dersson, 1910) 357. Bokermannohyla hylax (Heyer, 1985) 314. Gastrotheca prasina Teixeira, Dal Vechio, Recoder, Carna- 358. Bokermannohyla ibitiguara (Cardoso, 1983) val, Strangas, Damasceno, de Sena & Rodrigues, 2012 359. Bokermannohyla ibitipoca (Caramaschi & Feio, 1990) 315. Gastrotheca pulchra Caramaschi & Rodrigues, 2007 360. Bokermannohyla itapoty Lugli & Haddad, 2006 316. Gastrotheca recava Teixeira, Dal Vechio, Recoder, Carna- 361. Bokermannohyla izecksohni (Jim & Caramaschi, 1979) val, Strangas, Damasceno, de Sena & Rodrigues, 2012 362. Bokermannohyla juiju Faivovich, Luigli, Lourenço & 317. Hemiphractus helioi Sheil & Mendelson, 2001 Haddad, 2009 318. Hemiphractus scutatus (Spix, 1824) 363. Bokermannohyla langei (Bokermann, 1965) 319. Stefania neblinae Carvalho, MacCulloch, Bonora & Vogt, 364. Bokermannohyla lucianae (Napoli & Pimenta, 2003) 2010 365. Bokermannohyla luctuosa (Pombal & Haddad, 1993) 320. Stefania tamacuarina Myers & Donnelly, 1997 366. Bokermannohyla martinsi (Bokermann, 1964) 367. Bokermannohyla nanuzae (Bokermann & Sazima, 1973) 368. Bokermannohyla napolii Carvalho, Giaretta & Magrini, Family Hylidae (Hylinae) 2012 369. Bokermannohyla oxente Lugli & Haddad, 2006 321. “Hyla” imitator (Barbour & Dunn, 1921) Incertae sedis 370. Bokermannohyla pseudopseudis (Miranda-Ribeiro, 1937) 322. Calamita melanorabdotus sensu Frost, 2006 “Hyla” mela- 371. Bokermannohyla ravida (Caramaschi, Napoli & Bernar- norabdota (Schneider, 1799) Incertae sedis des, 2001) 323. Aparasphenodon arapapá Pimenta, Napoli & Haddad, 372. Bokermannohyla sagarana Leite, Pezzuti & Drummond, 2009 2011 324. Aparasphenodon bokermanni Pombal, 1993 373. Bokermannohyla Sapiranga Brandão, Magalhães, Garda, 325. Aparasphenodon brunoi Miranda-Ribeiro, 1920 Campos, Sebben & Maciel, 2012 326. Aparasphenodon venezolanus (Mertens, 1950) 374. Bokermannohyla saxicola (Bokermann, 1964) 327. Aparasphenodon pomba Assis, Santana, Da Silva, Quinte- 375. Bokermannohyla sazimai (Cardoso & Andrade, la & Feio, 2013 1983”1982”) 328. Aplastodiscus albofrenatus (A. Lutz, 1924) 376. Bokermannohyla vulcaniae (Vasconcelos & Giaretta, 2004 329. Aplastodiscus albosignatus (A. Lutz & B. Lutz, 1938) “2003”)

Herpetologia Brasileira - Volume 3 - Número 2 - Julho de 2014 42 Mudanças Taxonômicas

377. Corythomantis galeata Pombal, Menezes, Fontes, Nunes, 431. Dendropsophus soaresi (Caramaschi & Jim, 1983) Rocha & Van Sluys, 2012 432. Dendropsophus studerae (Carvalho e Silva, Carvalho e 378. Corythomantis greeningi Boulenger, 1896 Silva & Izecksohn, 2003) 379. Dendropsophus acreanus (Bokermann, 1964) 433. Dendropsophus timbeba (Martins & Cardoso, 1987) 380. Dendropsophus anataliasiasi (Bokermann, 1972) 434. Dendropsophus tintinnabulum (Melin, 1941) 381. Dendropsophus anceps (A. Lutz, 1929) 435. Dendropsophus triangulum (Günther, 1869 “1868”) 382. Dendropsophus araguaya (Napoli & Caramaschi, 1998) 436. Dendropsophus tritaeniatus (Bokermann, 1965) 383. Dendropsophus berthalutzae (Bokermann, 1962) 437. Dendropsophus walfordi (Bokermann, 1962) 384. Dendropsophus bifurcus (Andersson, 1945) 438. Dendropsophus werneri (Cochran, 1952) 385. Dendropsophus bipunctatus (Spix, 1824) 439. Dendropsophus xapuriensis (Martins & Cardoso, 1987) 386. Dendropsophus bokermanni (Goin, 1960) 440. Dryaderces inframaculatus (Boulenger, 1882) 387. Dendropsophus branneri (Cochran, 1948) 441. Dryaderces pearsoni (Gaige, 1929) 388. Dendropsophus brevifrons (Duellman & Crump, 1974) 442. Ecnomiohyla tuberculosa (Boulenger, 1882) 389. Dendropsophus cachimbo (Napoli & Caramaschi, 1999) 443. Hypsiboas albomarginatus (Spix, 1824) 390. Dendropsophus cerradensis (Napoli & Caramaschi, 1998) 444. Hypsiboas albopunctatus (Spix, 1824) 391. Dendropsophus cruzi (Pombal & Bastos, 1998) 445. Hypsiboas atlanticus (Caramaschi & Velosa, 1996) 392. Dendropsophus decipiens (A. Lutz, 1925) 446. Hypsiboas bandeirantes Caramaschi & Cruz, 2013 393. Dendropsophus dutrai (Gomes & Peixoto, 1996) 447. Hypsiboas beckeri (Caramaschi & Cruz, 2004) 394. Dendropsophus elegans (Wied-Neuwied, 1824) 448. Hypsiboas benitezi (Rivero, 1961) 395. Dendropsophus elianeae (Napoli & Caramaschi, 2000) 449. Hypsiboas bischoffi (Boulenger, 1887) 396. Dendropsophus gaucheri (Lescure & Marty, 2000) 450. Hypsiboas boans (Linnaeus, 1758) 397. Dendropsophus giesleri (Mertens, 1950) 451. Hypsiboas botumirim Caramaschi, Cruz & Nascimento, 398. Dendropsophus haddadi (Bastos & Pombal, 1996) 2009 399. Dendropsophus haraldschultzi (Bokermann, 1962) 452. Hypsiboas buriti (Caramaschi & Cruz, 1999) 400. Dendropsophus jimi (Napoli & Caramaschi, 1999) 453. Hypsiboas caingua (Carrizo, 1991 “1990”) 401. Dendropsophus koechlini (Duellman & Trueb, 1989) 454. Hypsiboas caipora Antunes, Faivovich & Haddad, 2008 402. Dendropsophus leali (Bokermann, 1964) 455. Hypsiboas calcaratus (Troschel in Schomburgk, 1848) 403. Dendropsophus leucophyllatus (Beireis, 1783) 456. Hypsiboas cinerascens (Spix, 1824) 404. Dendropsophus limai (Bokermann, 1962) 457. Hypsiboas cipoensis (B. Lutz, 1968) 405. Dendropsophus marmoratus (Laurenti, 1768 458. Hypsiboas crepitans (Wied-Neuwied, 1824) 406. Dendropsophus melanargyreus (Cope, 1887) 459. Hypsiboas curupi Garcia, Faivovichi & Haddad, 2007 407. Dendropsophus meridianus (B. Lutz, 1954) 460. Hypsiboas cymbalum (Bokerman, 1963) 408. Dendropsophus microcephalus (Cope, 1886) 461. Hypsiboas dentei (Bokermann, 1967) 409. Dendropsophus microps (Peter, 1872) 462. Hypsiboas ericae (Caramaschi & Cruz, 2000) 410. Dendropsophus minimus (Ahl, 1933) 463. Hypsiboas exastis (Caramaschi & Rodriguez, 2003) 411. Dendropsophus minusculus (Rivero, 1971) 464. Hypsiboas faber (Wied-Neuwied, 1821) 412. Dendropsophus minutus (Peters, 1872) 465. Hypsiboas fasciatus (Günther, 1859 “1858”) 413. Dendropsophus miyatai (Vigle & Goberdhan-Vigle, 1990) 466. Hypsiboas freicanecae (Carnaval & Peixoto, 2004) 414. Dendropsophus nahdereri (B. Lutz & Bokermann, 1963) 467. Hypsiboas geographicus (Spix, 1824) 415. Dendropsophus nanus (Boulenger, 1889) 468. Hypsiboas goianus (B. Lutz, 1968) 416. Dendropsophus novaisi (Bokermann, 1968) 469. Hypsiboas guentheri (Boulenger, 1886) 417. Dendropsophus oliveirai (Bokermann, 1963) 470. Hypsiboas jaguariaivensis Caramaschi, Cruz & Segalla, 418. Dendropsophus parviceps (Boulenger, 1882) 2010 419. Dendropsophus pauiniensis (Heyer, 1977) 471. Hypsiboas joaquini (Lutz, 1968) 420. Dendropsophus pseudomeridianus (Cruz, Caramaschi & 472. Hypsiboas lanciformis (Cope, 1871) Dias, 2000) 473. Hypsiboas latistriatus (Caramaschi & Cruz, 2004) 421. Dendropsophus rhea (Napoli & Caramaschi, 1999) 474. Hypsiboas leptolineatus (P. Braun & C. Braun, 1977) 422. Dendropsophus rhodopeplus (Günther, 1859 “1858”) 475. Hypsiboas leucocheilus (Carmaschi & Niemeyer, 2003) 423. Dendropsophus riveroi (Cochran & Goin, 1970) 476. Hypsiboas lundii (Burmeister, 1856) 424. Dendropsophus rossalleni (Goin, 1959) 477. Hypsiboas marginatus (Boulenger, 1887) 425. Dendropsophus rubicundulus (Reinhardt & Lütken, 478. Hypsiboas microderma (Pyburn, 1977) 1862”1861”) 479. Hypsiboas multifasciatus (Günther, 1859”1858”) 426. Dendropsophus ruschii (Weygoldt & Peixoto, 1987) 480. Hypsiboas nympha Faivovich, Moravec, Cisneros-heredia 427. Dendropsophus sanborni (Schmidt, 1944) & Köhler, 2006 428. Dendropsophus sarayacuensis (Shreve, 1935) 481. Hypsiboas ornatissimus (Noble, 1923) 429. Dendropsophus schubarti (Bokermann, 1963) 482. Hypsiboas pardalis (Spix, 1824) 430. Dendropsophus seniculus (Cope, 1868) 483. Hypsiboas paranaiba Carvalho, Giaretta & Facure, 2010

Herpetologia Brasileira - Volume 3 - Número 2 - Julho de 2014 Mudanças Taxonômicas 43

484. Hypsiboas phaeopleura (Caramaschi & Cruz, 2000) 537. Scinax angrensis (B. Lutz, 1973) 485. Hypsiboas poaju Garcia, Peixoto & Haddad, 2008 538. Scinax arduous Peixoto, 2002 486. Hypsiboas polytaenius (Cope, 1870 “1869”) 539. Scinax argyreornatus (Miranda-Ribeiro, 1926) 487. Hypsiboas pombali (Caramaschi, Pimenta & Feio, 2004) 540. Scinax ariadne (B. Lutz, 1973) 488. Hypsiboas prasinus (Burmeister, 1856) 541. Scinax aromothyella Faivovich, 2005 489. Hypsiboas pulchellus (Duméril & Bibron, 1841) 542. Scinax atratus (Peixoto, 1989) 490. Hypsiboas punctatus (Schneider, 1799) 543. Scinax auratus (Wied-Neuwied, 1821) 491. Hypsiboas raniceps Cope, 1862 544. Scinax baumgardneri (Rivero, 1961) 492. Hypsiboas secedens (B. Lutz, 1963) 545. Scinax belloni Faivoivch, Gasparini & Haddad, 2010 493. Hypsiboas semiguttatus (A. Lutz, 1925) 546. Scinax berthae (Barrio, 1962) 494. Hypsiboas semilineatus (Spix, 1824) 547. Scinax blairi (Fouquette & Pyburn, 1972) 495. Hypsiboas stellae Kwet, 2008 548. Scinax boesemani (Goin, 1966) 496. Hypsiboas stenocephalus (Caramaschi & Cruz, 1999) 549. Scinax brieni (Witte, 1930) 497. Hypsiboas tepunianus Barrio-Amoros & Brewer-Carias, 550. Scinax cabralensis Drummond, Baêta & Pires, 2007 2008 551. Scinax caldarum (B. Lutz, 1968) 498. Hypsiboas wavrini (Parker, 1936) 552. Scinax camposseabrai (Bokermann, 1968) 499. Itapotihyla langsdorffii (Duméril & Bibron, 1841) 553. Scinax canastrensis (Cardoso & Haddad, 1982) 500. Lysapsus boliviana Gallardo, 1961 554. Scinax cardosoi (Carvalho e Silva & Peixoto, 1991) 501. Lysapsus caraya Gallardo, 1964 555. Scinax carnevallii (Caramaschi & Kisteumacher, 1989) 502. Lysapsus laevis (Parker, 1935) 556. Scinax catharinae (Boulenger, 1888) 503. Lysapsus limellum Cope, 1862 557. Scinax centralis Pombal & Bastos, 1996 504. Osteocephalus buckleyi (Boulenger, 1882) 558. Scinax constrictus Lima, Bastos & Giaretta, 2004 505. Osteocephalus cabrerai (Cochran & Goin, 1970) 559. Scinax cosenzai Lacerda, Peixoto & Feio, 2012 506. Osteocephalus helenae (Ruthven, 1919) 560. Scinax cretatus Nunes & Pombal, 2011 507. Osteocephalus leprieurii (Duméril & Bibron, 1841) 561. Scinax crospedospilus (A. Lutz, 1925) 508. Osteocephalus oophagus Jungfer & Schiesari, 1995 562. Scinax cruentommus (Duellman, 1972) 509. Osteocephalus planiceps Cope, 1874 563. Scinax curicica Pugliesse, Pombal & Sazima, 2004 510. Osteocephalus subtilis Martins & Cardoso, 1987 564. Scinax cuspidatus (A. Lutz, 1925) 511. Osteocephalus taurinus Steindachner, 1862 565. Scinax dolloi (Werner, 1903) 512. Osteocephalus vilarsi (Melin, 1941) 566. Scinax duartei (B. Lutz, 1951) 513. Phyllodytes acuminatus Bokermann, 1966 567. Scinax eurydice (Bokermann, 1968) 514. Phyllodytes brevirostris Peixoto & Cruz, 1988 568. Scinax exiguus (Duellman, 1986) 515. Phyllodytes edelmoi Peixoto, Caramaschi & Freire, 2003 569. Scinax faivovichi Brasileiro, Oyamaguchi & Haddad, 516. Phyllodytes gyrinaethes Peixoto, Caramaschi & Freire, 2007 2003 570. Scinax flavoguttatus (Lutz & Lutz, 1939) Lutz, 1939) 517. Phyllodytes kautskyi Peixoto & Cruz, 1988 571. Scinax funereus (Cope, 1874) 518. Phyllodytes luteolus Wied-Neuwied, 1824 572. Scinax fuscomarginatus (A. Lutz, 1925) 519. Phyllodytes maculosus Cruz, Feio & Cardoso, “2006” 573. Scinax fuscovarius (A. Lutz, 1925) 2007 574. Scinax garbei (Miranda-Ribeiro, 1926) 520. Phyllodytes melanomystax Caramaschi, Da Silva & Britto- 575. Scinax granulatus (Peters, 1871) -Pereira, 1992 576. Scinax hayii (Barbour, 1909) 521. Phyllodytes punctatus Caramaschi & Peixoto, 2004 577. Scinax heyeri (Peixoto & Weygoldt, 1986) 522. Phyllodytes tuberculosus Bokermann, 1966 578. Scinax hiemalis (Haddad & Pombal, 1987) 523. Phyllodytes wuchereri (Peters, 1873 “1872”) 579. Scinax humilis (B. Lutz, 1954) 524. Pseudis bolbodactyla A. Lutz, 1925 580. Scinax imbegue Nunes, Kwet & Pombal, 2012 525. Pseudis cardosoi Kwet, 2000 581. Scinax inesperatus Da Silva & Alves-Silva, 2011 526. Pseudis fusca Garman, 1883 582. Scinax juncae Nunes & Pombal, 2010 527. Pseudis minuta Günther, 1858 583. Scinax jureia (Pombal & Gordo, 1991) 528. Pseudis paradoxa (Linnaeus, 1758) 584. Scinax kautskyi (Carvalho e Silva & Peixoto, 1991) 529. Pseudis platensis Gallardo, 1961 585. Scinax lindsayi Pyburn, 1992 530. Pseudis tocantins Caramaschi & Cruz, 1998 586. Scinax littoralis (Pombal & Gordo, 1991) 531. Scarthyla goinorum (Bokermann, 1962) 587. Scinax littoreus (Peixoto, 1988) 532. Scinax acuminatus (Cope, 1862) 588. Scinax longilineus (B. Lutz, 1968) 533. Scinax agilis (Cruz & Peixoto, 1983) 589. Scinax luizotavioi (Caramaschi & Kisteumacher, 1989) 534. Scinax albicans (Bokermann, 1967) 590. Scinax machadoi (Bokermann & Sazima, 1973) 535. Scinax alcatraz (B. Lutz, 1973) 591. Scinax madeirae Brusquetti, Jansen, Barrio-Amorós, 536. Scinax alter (B. Lutz, 1973) Segalla & Haddad, 2014

Herpetologia Brasileira - Volume 3 - Número 2 - Julho de 2014 44 Mudanças Taxonômicas

592. Scinax maracaya (Cardoso & Sazima, 1980) 642. Trachycephalus dibernardoi Kwet & Solé, 2008 593. Scinax melloi (Peixoto, 1989) 643. Trachycephalus hadroceps (Duellman & Hoogmoed, 1992) 594. Scinax muriciensis Cruz, Nunes & Lima, 2011 644. Trachycephalus helioi Nunes, Suárez, Gordo & Pombal, 595. Scinax nasicus (Cope, 1862) 2013 596. Scinax nebulosus (Spix, 1824) 645. Trachycephalus imitatrix (Miranda-Ribeiro, 1926) 597. Scinax obtriangulatus (B. Lutz, 1973) 646. Trachycephalus lepidus (Pombal, Haddad & Cruz, 2003) 598. Scinax pachycrus (Miranda-Ribeiro, 1937) 647. Trachycephalus mambaiensis Cintra, Silva, Silva_Jr, Gar- 599. Scinax pedromedinae (Henle, 1991) cia & Zaher, 2009 600. Scinax peixotoi Brasileiro, Haddad, Sawaya & Martins, 648. Trachycephalus mesophaeus (Hensel, 1867) 2007 649. Trachycephalus nigromaculatus Tschudi, 1838 601. Scinax perereca Pombal, Haddad & Kasahara, 1995 650. Trachycephalus resinifictrix (Goeldi, 1907) 602. Scinax perpusillus (A. Lutz & B. Lutz, 1939) 651. Trachycephalus typhonius (Linnaeus, 1758) 603. Scinax pinima (Bokermann & Sazima, 1973) 652. Xenohyla eugenioi Caramaschi, 1998 604. Scinax pombali Lourenço, Carvalho, Baeta, Pezzuti & Lei- 653. Xenohyla truncata (Izecksohn, 1959) te, 2013 605. Scinax proboscideus (Brongersma, 1933) 606. Scinax ranki (Andrade & Cardoso, 1987) Family Hylidae (Phyllomedusinae) 607. Scinax rizibilis (Bokermann, 1964) 608. Scinax rogerioi Pugliesi, Baêta & Pombal, 2009 654. Agalychnis áspera Peters, 1873 “1872” 609. Scinax rostratus (Peter, 1863) 655. Agalychnis granulosa Cruz, 1989 “1988” 610. Scinax ruber (Laurenti, 1768) 656. Cruziohyla craspedopus (Funkhouser, 1957) 611. Scinax satermawe Sturaro & Peloso, 2014 657. Phasmahyla cochranae (Bokermann, 1966) 612. Scinax skaios Pombal, Carvalho, Canelas & Bastos, 2010 658. Phasmahyla cruzi Carvalho e Silva, Silva & Carvalho e 613. Scinax similis (Cochran, 1952) Silva, 2009 614. Scinax skuki Lima, Cruz & Azevedo, 2011 659. Phasmahyla exilis (Cruz, 1980) 615. Scinax squalirostris (A. Lutz, 1925) 660. Phasmahyla guttata (A. Lutz, 1924) 616. Scinax strigilatus (Spix, 1824) 661. Phasmahyla jandaia (Bokermann & Sazima, 1978) 617. Scinax tigrinus Nunes, Carvalho & Pereira, 2010 662. Phasmahyla spectabilis Cruz, Feio & Nascimento, 2008 618. Scinax tymbamirim Nunes, Kwet & Pombal, 2012 663. Phasmahyla timbó Cruz, Napoli & Fonseca, 2008 619. Scinax trapicheiroi (B. Lutz, 1954) 664. Phrynomedusa appendiculata (Lutz, 1925) 620. Scinax tupinambá Silva & Alves-Silva, 2008 665. Phrynomedusa bokermanni Cruz, 1991 621. Scinax uruguayus (Schmidt, 1944) 666. Phrynomedusa fimbriata Miranda-Ribeiro, 1923 622. Scinax v-signatus (B. Lutz, 1968) 667. Phrynomedusa marginata (Izecksohn & Cruz, 1976) 623. Scinax villasboasi Brusquetti, Jansen, Barrio-Amorós, 668. Phrynomedusa vanzolinii Cruz, 1991 Segalla & Haddad, 2014 669. Phyllomedusa atelopoides Duellman, Cadle & Cannatella, 624. Scinax x-signatus (Spix, 1824) 1988 625. Sphaenorhynchus botocudo Caramaschi, Almeida & Gas- 670. Phyllomedusa ayeaye (B. Lutz, 1966) parini, 2009 671. Phyllomedusa azurea Cope, 1862 626. Sphaenorhynchus mirim Caramaschi, Almeida & Gaspari- 672. Phyllomedusa bahiana A. Lutz, 1925 ni, 2009 673. Phyllomedusa bicolor (Boddaert, 1772) 627. Sphaenorhynchus bromelicola Bokermann, 1966 674. Phyllomedusa boliviana Boulenger, 1902 628. Sphaenorhynchus caramaschii Toledo, Garcia, Lingnau & 675. Phyllomedusa burmeisteri Boulenger, 1882 Haddad, 2007 676. Phyllomedusa camba De la Riva, 2000 “1999” 629. Sphaenorhynchus carneus (Cope, 1868) 677. Phyllomedusa centralis Bokermann, 1965 630. Sphaenorhynchus dorisae (Goin, 1957) 678. Phyllomedusa distincta A. Lutz in B. Lutz, 1950 631. Sphaenorhynchus lacteus (Daudin, 1800) 679. Phyllomedusa hypochondrialis (Daudin, 1800) 632. Sphaenorhynchus orophilus (A. Lutz & B. Lutz, 1938) 680. Phyllomedusa iheringii Boulenger, 1885 633. Sphaenorhynchus palustris Bokermann, 1966 681. Phyllomedusa megacephala (Miranda-Ribeiro, 1926) 634. Sphaenorhynchus pauloalvini Bokermann, 1973 682. Phyllomedusa nordestina Caramaschi, 2006 635. Sphaenorhynchus planicola (A. Lutz & B. Lutz, 1938) 683. Phyllomedusa oreades Brandão, 2002 636. Sphaenorhynchus prasinus Bokermann, 1973 684. Phyllomedusa palliata Peters, 1873 “1872” 637. Sphaenorhynchus surdus (Cochran, 1953) 685. Phyllomedusa rohdei Mertens, 1926 638. Tepuihyla exophthalma (Smith & Noonan, 2001) 686. Phyllomedusa sauvagii Boulenger, 1882 639. Trachycephalus atlas Bokermann, 1966 687. Phyllomedusa tarsius (Cope, 1868) 640. Trachycephalus cunauaru Gordo, Toledo, Suárez, Kawa- 688. Phyllomedusa tetraploidea Pombal & Haddad, 1992 shita-Ribeiro, Ávila, Morais & Nunes, 2013 689. Phyllomedusa tomopterna (Cope, 1868) 641. Trachycephalus coriaceus (Peters, 1867) 690. Phyllomedusa vaillantii Boulenger, 1882

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Family Hylodidae 737. Engystomops petersi Jiménez de la Espada, 1872 738. Engystomops freibergi (Donoso-Barros, 1969) 691. Crossodactylus aeneus Müller, 1924 739. Physalaemus aguirrei Bokermann, 1966 692. Crossodactylus bokermanni Caramaschi & Sazima, 1985 740. Physalaemus albifrons (Spix, 1824) 693. Crossodactylus boulengeri (De Witte, 1930) 741. Physalaemus albonotatus (Steindachner, 1864) 694. Crossodactylus caramaschii Bastos & Pombal, 1995 742. Physalaemus angrensis Weber, Gonzaga & Carvalho e 695. Crossodactylus cyclospinus Nascimento, Cruz & Feio, 2005 Silva, 2005 696. Crossodactylus dantei Carcerelli & Caramaschi, 1993 743. Physalaemus atlanticus Haddad & Sazima, 2004 “1992 744. Physalaemus barrioi Bokermann, 1967 697. Crossodactylus díspar A. Lutz, 1925 745. Physalaemus biligonigerus (Cope, 1861 “1860”) 698. Crossodactylus gaudichaudii Duméril & Bibron, 1841 746. Physalaemus bokermanni Cardoso & Haddad, 1985 699. Crossodactylus grandis B. Lutz, 1951 747. Physalaemus caete Pombal & Madureira, 1997 700. Crossodactylus lutzorum Carcerelli & Caramaschi, 1993 748. Physalaemus Camacan Pimenta, Cruz & Silvano, 2005 “1992” 749. Physalaemus centralis Bokermann, 1962 701. Crossodactylus schmidti Gallardo, 1961 750. Physalaemus cicada Bokermann, 1966 702. Crossodactylus timbuhy Pimenta, Cruz & Caramaschi, 751. Physalaemus crombiei Heyer & Wolf, 1989 2014 752. Physalaemus cuvieri Fitzinger, 1826 703. Crossodactylus trachystomus (Reinhardt & Lütken, 753. Physalaemus deimaticus Sazima & Caramaschi, 1988 1862”1861”) “1986” 704. Crossodactylus werneri Pimenta, Cruz & Caramaschi, 2014 754. Physalaemus ephippifer (Steindachner, 1864) 705. Hylodes amnicola Pombal, Feio & Haddad, 2002 755. Physalaemus erikae Cruz & Pimenta, 2004 706. Hylodes asper (Müller, 1924) 756. Physalaemus erythros Caramaschi, Feio & Guimarães- 707. Hylodes babax Heyer, 1982 -Neto, 2003 708. Hylodes cardosoi Lingnau, Canedo & Pombal, 2008 757. Physalaemus evangelistai Bokermann, 1967 709. Hylodes charadranaetes Heyer & Cocroft, 1986 758. Physalaemus feioi Cassini, Cruz & Caramaschi, 2010 710. Hylodes dactylocinus Pavan, Narvaes & Rodrigues, 2001 759. Physalaemus gracilis (Boulenger, 1883) 711. Hylodes fredi Canedo & Pombal, 2007 760. Physalaemus henselii (Peters, 1872) 712. Hylodes glaber (Miranda-Ribeiro, 1926) 761. Physalaemus insperatus Cruz, Cassini & Caramaschi, 713. Hylodes heyeri Haddad, Pombal & Bastos, 1996 2008 714. Hylodes lateristrigatus (Baumann, 1912) 762. Physalaemus irroratus Cruz, Nascimento & Feio, 2007 715. Hylodes magalhaesi (Bokermann, 1964) 763. Physalaemus jordanensis Bokermann, 1967 716. Hylodes meridionalis (Mertens, 1927) 764. Physalaemus kroyeri (Reinhardt & Lütken, 1862 “1861”) 717. Hylodes mertensi (Bokermann, 1956) 765. Physalaemus lateristriga (Steindachner, 1864) 718. Hylodes nasus (Lichtenstein, 1823) 766. Physalaemus lisei Braun & Braun, 1977 719. Hylodes ornatus (Bokermann, 1967) 767. Physalaemus maculiventris (Lutz, 1925) 720. Hylodes otavioi Sazima & Bokermann, 1983 “1982” 768. Physalaemus marmoratus (Reinhardt & Lütken, 1862 721. Hylodes perere Silva & Benmaman, 2008 “1861”) 722. Hylodes perplicatus (Miranda-Ribeiro, 1926) 769. Physalaemus maximus Feio, Pombal & Caramaschi, 1999 723. Hylodes phyllodes Heyer & Cocroft, 1986 770. Physalaemus moreirae (Miranda-Ribeiro, 1937) 724. Hylodes pipilans Canedo & Pombal, 2007 771. Physalaemus nanus (Boulenger, 1888) 725. Hylodes regius Gouvêa, 1979 772. Physalaemus nattereri (Steindachner, 1863) 726. Hylodes sazimai Haddad & Pombal, 1995 773. Physalaemus obtectus Bokermann, 1966 727. Hylodes uai Nascimento, Pombal & Haddad, 2001 774. Physalaemus olfersii (Lichtenstein & Martens, 1856) 728. Hylodes vanzolinii Heyer, 1982 775. Physalaemus orophilus Cassini, Cruz & Caramaschi, 2010 729. Megaelosia apuana Pombal, Prado & Canedo, 2003 776. Physalaemus riograndensis Milstead, 1960 730. Megaelosia bocainensis Giaretta, Bokermann & Haddad, 777. Physalaemus rupestris Caramaschi, Carcerelli & Feio, 1993 1991 731. Megaelosia boticariana Giaretta & Aguiar, 1998 778. Physalaemus signifer (Girard, 1853) 732. Megaelosia goeldii (Baumann, 1912) 779. Physalaemus soaresi Izecksohn, 1965 733. Megaelosia jordanensis (Heyer, 1983) 780. Physalaemus spiniger (Miranda-Ribeiro, 1926) 734. Megaelosia lutzae Izecksohn & Gouvêa, 1985 781. Pleurodema alium Maciel & Nunes, 2010 735. Megaelosia massarti (Witte, 1930) 782. Pleurodema bibroni Tschudi, 1838 783. Pleurodema brachyops (Cope, 1869 “1868”) 784. Pleurodema diplolister (Peters, 1870) Family Leptodactylidae (Leiuperinae) 785. Pseudopaludicola ameghini (Cope, 1887) 786. Pseudopaludicola boliviana Parker, 1927 736. Edalorhina perezi Jiménez de la Espada, 1871 “1870” 787. Pseudopaludicola canga Giaretta & Kokubum, 2003

Herpetologia Brasileira - Volume 3 - Número 2 - Julho de 2014 46 Mudanças Taxonômicas

788. Pseudopaludicola ceratophryes Rivero & Serna, 1984 834. Leptodactylus hylodes (Reinhardt & Lütken, 1862 789. Pseudopaludicola facureae Andrade & Carvalho, 2013 “1861”) 790. Pseudopaludicola falcipes (Hensel, 1867) 835. Leptodactylus jolyi Sazima & Bokermann, 1978 791. Pseudopaludicola giarettai Carvalho, 2012 836. Leptodactylus knudseni Heyer, 1972 792. Pseudopaludicola hyleaustralis Pansonato, Morais, Ávila, 837. Leptodactylus labyrinthicus (Spix, 1824) kawashita-Ribeiro, Strússmann & Martin, 2013 838. Leptodactylus laticeps Boulenger, 1918 793. Pseudopaludicola mineira Lobo, 1994 839. Leptodactylus latinasus Jiménez de la Espada, 1875 794. Pseudopaludicola murundu Toledo, Siqueira, Duarte, 840. Leptodactylus latrans (Steffen, 1815) Veiga-Menoncello, Recco-Pimentel & Haddad, 2010 841. Leptodactylus lauramiriamae Heyer & Crombie, 2005 795. Pseudopaludicola mystacalis (Cope, 1887) 842. Leptodactylus leptodactyloides (Andersson, 1945) 796. Pseudopaludicola parnaiba Roberto, Cardozo & Avila, 843. Leptodactylus lineatus (Schneider, 1799) 2013 844. Leptodactylus longirostris Boulenger, 1882 797. Pseudopaludicola pocoto Magalhães, Loebmann, Koku- 845. Leptodactylus macrosternum Miranda-Ribeiro, 1926 bum, Haddad & Garda, 2014 846. Leptodactylus marambaiae Izecksohn, 1976 798. Pseudopaludicola saltica (Cope, 1887) 847. Leptodactylus myersi Heyer, 1995 799. Pseudopaludicola serrana Toledo, 2010 848. Leptodactylus mystaceus (Spix, 1824) 800. Pseudopaludicola ternetzi Miranda-Ribeiro, 1937 849. Leptodactylus mystacinus (Burmeister, 1861) 850. Leptodactylus natalensis A. Lutz, 1930 851. Leptodactylus notoaktites Heyer, 1978 Family Leptodactylidae (Leptodactylinae) 852. Leptodactylus ochraceus Lutz, 1930 853. Leptodactylus oreomantis Carvalho, Leite & Pezzuti, 801. Adenomera ajurauna (Berneck, Costa & Garcia 2008) 2013 802. Adenomera andreae (Müller, 1923) 854. Leptodactylus paraensis Heyer, 2005 803. Adenomera araucária Kwet & Angulo, 2003 855. Leptodactylus pentadactylus (Laurenti, 1768) 804. Adenomera bokermanni (Heyer, 1973) 856. Leptodactylus petersii (Steindachner, 1864) 805. Adenomera cotuba Carvalho & Giaretta, 2013 857. Leptodactylus plaumanni Ahl, 1936 806. Adenomera diptyx (Boettger, 1885) 858. Leptodactylus podicipinus (Cope, 1862) 807. Adenomera engelsi Kwet, Steiner & Zillikens, 2009) 859. Leptodactylus pustulatus (Peters, 1870) 808. Adenomera heyeri Boistel, Massary & Angulo, 2006 860. Leptodactylus rhodomystax Boulenger, 1884 “1883” 809. Adenomera hylaedactyla (Cope, 1868) 861. Leptodactylus rhodonotus (Günther, 1869 “1868”) 810. Adenomera juikitam Carvalho & Giaretta, 2013 862. Leptodactylus riveroi Heyer & Pyburn, 1983 811. Adenomera marmorata (Steindachner, 1867) 863. Leptodactylus rugosus Noble, 1923 812. Adenomera martinezi (Bokermann, 1956) 864. Leptodactylus sabanensis Heyer, 1994 813. Adenomera nana Müller, 1922 865. Leptodactylus sertanejo Giaretta & Costa, 2007 814. Adenomera saci Carvalho & Giaretta, 2013 866. Leptodactylus spixi Heyer, 1983 815. Adenomera thomei (Almeida & ângulo) 2006 867. Leptodactylus stenodema Jiménez de la Espada, 1875 816. Hydrolaetare dantasi (Bokermann, 1959) 868. Leptodactylus syphax Bokermann, 1969 817. Hydrolaetare schmidti (Cochran & Goin, 1959) 869. Leptodactylus tapiti Sazima & Bokermann, 1978 818. Leptodactylus bolivianus Boulenger, 1898 870. Leptodactylus troglodytes A. Lutz, 1926 819. Leptodactylus bufonius Boulenger, 1894 871. Leptodactylus validus Garman, 1888 820. Leptodactylus caatingae Heyer & Juncá, 2003 872. Leptodactylus vastus A. Lutz, 1930 821. Leptodactylus camaquara Sazima & Bokermann, 1978 873. Leptodactylus viridis Jim & Spirandeli-Cruz, 1973 822. Leptodactylus chaquensis Cei, 1950 874. Leptodactylus wagneri (Peters, 1862) 823. Leptodactylus cunicularius Sazima & Bokermann, 1978 824. Leptodactylus cupreus Caramaschi, Feio & São-Pedro, Family Leptodactylidae (Paratelmatobiinae) 2008 825. Leptodactylus didymus Heyer, García-Lopez & Cardoso, 875. Crossodactylodes bokermanni Peixoto, 1983 “1982” 1996 876. Crossodactylodes itambe Barata, Santos, Leite & Garcia, 826. Leptodactylus diedrus Heyer, 1994 2013 827. Leptodactylus discodactylus Boulenger, 1884 “1883” 877. Crossodactylodes izecksohni Peixoto, 1983 “1982” 828. Leptodactylus elenae Heyer, 1978 878. Crossodactylodes pintoi Cochran, 1938 829. Leptodactylus flavopictus Lutz, 1926 879. Crossodactylodes septentrionalis Teixeira, Recoder, Ama- 830. Leptodactylus furnarius Sazima & Bokermann, 1978 ro, Damasceno, Cassimiro & Rodrigues, 2013 831. Leptodactylus fuscus (Schneider, 1799) 880. Paratelmatobius cardosoi Pombal & Haddad, 1999 832. Leptodactylus gracilis (Duméril & Bibron, 1841) 881. Paratelmatobius gaigeae (Cochran, 1938) 833. Leptodactylus guianensis Heyer & De Sá, 2011 882. Paratelmatobius lutzii Lutz & Carvalho, 1958

Herpetologia Brasileira - Volume 3 - Número 2 - Julho de 2014 Mudanças Taxonômicas 47

883. Paratelmatobius Mantiqueira Pombal & Haddad, 1999 928. Elachistocleis surumu Caramaschi, 2010 884. Paratelmatobius poecilogaster Giaretta & Castanho, 1990 929. Hamptophryne alios (Wild, 1995) 885. Paratelmatobius yepiranga Garcia, Berneck & Costa, 2009 930. Hamptophryne boliviana (Parker, 1927) 886. Rupirana cardosoi Heyer, 1999 931. Myersiella microps (Duméril & Bibron, 1841) 887. Scythrophrys sawayae (Cochran, 1953) 932. Stereocyclops histrio (Carvalho, 1954) 933. Stereocyclops incrassatus Cope, 1870”1869” 934. Stereocyclops palmipes Caramaschi, Salles & Cruz, 2012 Family Microhylidae (Gastrophryninae) 935. Stereocyclops parkeri (Wettstein, 1934)

888. Arcovomer passarellii Carvalho, 1954 889. Chiasmocleis alagoanus Cruz, Caramaschi & Freire, 1999 Family Microhylidae (Otophryninae) 890. Chiasmocleis albopunctata (Boettger, 1885) 891. Chiasmocleis antenori (Walker, 1973) 936. Otophryne pyburni Campbell & Clarke, 1998 892. Chiasmocleis atlantica Cruz, Caramaschi & Izecksohn, 937. Synapturanus mirandaribeiroi Nelson & Lescure, 1975 1997 938. Synapturanus salseri Pyburn, 1975 893. Chiasmocleis avilapiresae Peloso & Sturaro 2008 894. Chiasmocleis bassleri Dunn, 1949 895. Chiasmocleis capixaba Cruz, Caramaschi & Izecksohn, Family Odontophrynidae 1997 896. Chiasmocleis carvalhoi Cruz, Caramaschi & Izecksohn, 939. Macrogenioglottus alipioi Carvalho, 1946 1997 940. Odontophrynus americanus (Duméril & Bibron, 1841) 897. Chiasmocleis centralis Bokermann, 1952 941. Odontophrynus carvalhoi Savage & Cei, 1965 898. Chiasmocleis cordeiroi Caramaschi & Pimenta, 2003 942. Odontophrynus cultripes Reinhardt & Lütken, 899. Chiasmocleis crucis Caramaschi & Pimenta, 2003 1861”1862” 900. Chiasmocleis gnoma Canedo, Dixo & Pombal, 2004 943. Odontophrynus lavillai Cei, 1985 901. Chiasmocleis haddadi Peloso, Sturaro, Forlani, Gaucher, 944. Odontophrynus maisuma Rosset, 2008 Motta & Wheeler, 2014 945. Odontophrynus monachus Caramaschi & Napoli, 2012 902. Chiasmocleis hudsoni Parker, 1940 946. Odontophrynus salvatori Caramaschi, 1996 903. Chiasmocleis leucosticta (Boulenger, 1888) 947. Proceratophrys appendiculata (Günther, 1873) 904. Chiasmocleis Mantiqueira Cruz, Feio & Cassini, 2007 948. Proceratophrys aridus Cruz, Nunes & Juncá, 2012 905. Chiasmocleis mehelyi Caramaschi & Cruz, 1997 949. Proceratophrys avelinoi Mercadal del Barrio & Barrio, 906. Chiasmocleis papachibe Peloso, Sturaro, Forlani, Gaucher, 1993 Motta & Wheeler, 2014 950. Proceratophrys bagnoi Brandão, Caramaschi, Vaz-Silva & 907. Chiasmocleis quilombola Tonini, Forlani & de Sá, 2014 Campos 908. Chiasmocleis royi Peloso, Sturaro, Forlani, Gaucher, Mot- 951. Proceratophrys bigibbosa (Peters, 1872) ta & Wheeler, 2014 952. Proceratophrys belzebul Dias, Amaro, Carvalho-E-Silva & 909. Chiasmocleis Sapiranga Cruz, Caramaschi & Napoli, 2007 Rodrigues, 2013 910. Chiasmocleis schubarti Bokermann, 1952 953. Proceratophrys boiei (Wied-Neuwied, 1825) 911. Chiasmocleis shudikarensis Dunn, 1949 954. Proceratophrys branti Brandão, Caramaschi, Vaz-Silva & 912. Chiasmocleis tridactyla (Duellman & Medelson, 1995) Campos 913. Chiasmocleis ventrimaculata (Andersson, 1945) 955. Proceratophrys brauni Kwet & Faivovich, 2001 914. Ctenophryne geayi Mocquard, 1904 956. Proceratophrys caramaschii Cruz, Nunes & Juncá, 2012 915. Dasypops schirchi Miranda-Ribeiro, 1924 957. Proceratophrys carranca Godinho, Moura, Lacerda & 916. Dermatonotus muelleri (Boettger, 1885) Feio, 2013 917. Elachistocleis bicolor (Valenciennes in Guérin-Menéville, 958. Proceratophrys concavitympanum Giaretta, Bernarde & 1838) Kokubum, 2000 918. Elachistocleis bumbameuboi Caramaschi, 2010 959. Proceratophrys cristiceps (Müller, 1884 “1883”) 919. Elachistocleis carvalhoi Caramaschi, 2010 960. Proceratophrys cururu Eterovick & Sazima, 1998 920. Elachistocleis cesarii (Miranda Ribeiro (1920) 961. Proceratophrys dibernardoi Brandão, Caramaschi, Vaz- 921. Elachistocleis helianneae Caramaschi, 2010 -Silva & Campos 922. Elachistocleis erythrogaster Kwet & Di-Bernardo, 1998 962. Proceratophrys goyana (Miranda-Ribeiro, 1937) 923. Elachistocleis magna Toledo, 2010 963. Proceratophrys huntingtoni Avila, Pansonato &, Struss- 924. Elachistocleis matogrosso Caramaschi, 2010 mann, 2012 925. Elachistocleis muiraquitan Nunes-de-Almeida & Toledo, 964. Proceratophrys izecksohni Dias, Amaro, Carvalho-E-Silva 2012 & Rodrigues, 2013 926. Elachistocleis ovalis (Schneider, 1799) 965. Proceratophrys laticeps Izecksohn & Peixoto, 1981 927. Elachistocleis piauiensis Caramaschi & Jim, 1983 966. Proceratophrys melanopogon (Miranda-Ribeiro, 1926)

Herpetologia Brasileira - Volume 3 - Número 2 - Julho de 2014 48 Mudanças Taxonômicas

967. Proceratophrys minuta Napoli, Cruz, Abreu & Del-Gran- 996. Caecilia mertensi Taylor, 1973 de, 2011 997. Caecilia tentaculata Linnaeus, 1758 968. Proceratophrys moehringi Weygoldt & Peixoto, 1985 998. Oscaecilia hypereumeces Taylor, 1968 969. Proceratophrys moratoi (Jim & Caramaschi 1980) 970. Proceratophrys palustris Giaretta & Sazima, 1993 971. Proceratophrys paviotii Cruz, Prado & Izecksohn, 2005 Family Rhinatrematidae 972. Proceratophrys phyllostomus Izecksohn, Cruz & Peixoto, 1999 “1998” 999. Rhinatrema bivittatum (Cuvier in Guérin-Méneville, 973. Proceratophrys redacta Teixeira, Amaro, Recoder, Vechio 1829) & Rodrigues, 2012 1000. Rhinatrema ron Wilkinson & Gower, 2010 974. Proceratophrys renalis (Miranda-Ribeiro, 1920) 975. Proceratophrys rotundipalpebra Martins & Giaretta, 2013 976. Proceratophrys rondonae Prado & Pombal, 2008 Family Siphonopidae 977. Proceratophrys sanctaritae Cruz & Napoli, 2010 978. Proceratophrys schirchi (Miranda-Ribeiro, 1937) 1001. Brasilotyphlus braziliensis (Dunn, 1945) 979. Proceratophrys strussmannae Ávila, Kawashita-Ribeiro & 1002. Brasilotyphlus guarantanus Maciel, Mott & Hoogmoed, Morais, 2011 2009 980. Proceratophrys subguttata Izecksohn, Cruz & Peixoto, 1003. Luetkenotyphlus brasiliensis (Lütken, 1852 “1851”) 1999 “1998” 1004. Microcaecilia rochai Maciel & Hoogmoed, 2011 981. Proceratophrys tupinamba Prado & Pombal, 2008 1005. Microcaecilia marvaleewakeae Maciel & Hoogmoed, 982. Proceratophrys vielliardi Martins & Giaretta, 2011 2013 1006. Microcaecilia supernumeraria Taylor, 1969 1007. Microcaecilia trombetas Maciel & Hoogmoed, 2011 Family Pipidae 1008. Microcaecilia unicolor (Duméril, 1863) 1009. Mimosiphonops reinhardti Wilkinson & Nussbaum, 983. Pipa arrabali Izecksohn, 1976 1992 984. Pipa carvalhoi (Miranda-Ribeiro, 1937) 1010. Mimosiphonops vermiculatus Taylor, 1968 985. Pipa pipa (Linnaeus, 1758) 1011. Siphonops annulatus (Mikan, 1820) 986. Pipa snethlageae Müller, 1914 1012. Siphonops hardyi Boulenger, 1888 1013. Siphonops insulanus Ihering, 1911 1014. Siphonops leucoderus Taylor, 1968 Family Ranidae 1015. Siphonops paulensis Boettger, 1892 987. Lithobates catesbeianus (Shaw, 1802) INVASIVE SPECIES 988. Lithobates palmipes (Spix, 1824) Family Typhlonectidae

1016. Atretochoana eiselti (Taylor, 1968) ORDER CAUDATA 1017. Chthonerpeton arii Cascon & Lima-Verde, 1994 1018. Chthonerpeton braestrupi Taylor, 1968 Family Plethodontidae (Plethodontinae) 1019. Chthonerpeton exile Nussbaum & Wilkinson, 1987 1020. Chthonerpeton indistinctum (Reinhardt & Lütken, 989. Bolitoglossa altamazonica (Cope, 1874) 1862”1861”) 990. Bolitoglossa caldwellae Brcko, Hoogmoed & Neckel-Oli- veira, 2013 1021. Chthonerpeton noctinectes da Silva, Britto-Pereira & 991. Bolitoglossa madeira Brcko, Hoogmoed & Neckel-Olivei- Caramaschi, 2003 ra, 2013 1022. Chthonerpeton perissodus Nussbaum & Wilkinson 1987 992. Bolitoglossa paraensis (Unterstein, 1930) 1023. Chthonerpeton viviparum Parker & Wettstein, 1929 993. Bolitoglossa tapajônica Brcko, Hoogmoed & Neckel-Oli- 1024. Nectocaecilia petersii (Boulenger, 1882) veira, 2013 1025. Potomotyphlus kaupii (Berthold, 1859) 1026. Typhlonectes compressicauda (Duméril & Bibron, 1841)

ORDER GYMNOPHIONA REFERENCES Family Caeciliidae Frost, D.R. 2014. Amphibian Species of the World: An Online Reference. Version 6.0. Electronic Database accessible at: http://research.amnh.org/ 994. Caecilia armata Dunn, 1942 herpetology/amphibia/index.html. American Museum of Natural History, 995. Caecilia gracilis Shaw, 1802 New York, USA.

Herpetologia Brasileira - Volume 3 - Número 2 - Julho de 2014 Ensaios & Opiniões 49

Confidencialidade em relatórios de consultoria ambiental: como conciliar relações comerciais e a propriedade intelectual de dados científicos?

Sérgio Augusto Abrahão Morato1,2

1 STCP Engenharia de Projetos Ltda. Rua Euzébio da Motta, 450, Alto da Glória, CEP 80530‑260; Curitiba, PR, Brazil. 2 Universidade Federal do Paraná, Curso de MBA em Gestão Ambiental, Curitiba, PR, Brazil. E‑mail: [email protected]

Desde 1986, com a promulgação da Resolução 001 do brasileiras, é a preparação do futuro profissional quase que ex- Conselho Nacional do Meio Ambiente – CONAMA, que tra- clusivamente para exercer a carreira acadêmica (não obstante ta da obrigatoriedade de realização de Estudos de Impactos ser consenso que os centros de pesquisa e universidades não Ambientais e respectivos Relatórios de Impactos Ambientais comportem a massa de novos pesquisadores que se formam a (EIAs/RIMAs) para empreendimentos capazes de gerar efeitos cada ano). Raramente se vislumbram discussões entre alunos negativos sobre o meio ambiente e a biota, o Brasil tem visto e professores sobre outras esferas do conhecimento. Quando uma ampliação significativa do conhecimento sobre sua bio- tais discussões acontecem, geralmente culminam em críticas diversidade. Os motivos são simples: os estudos previstos na aos sistemas políticos e econômicos, na maioria das vezes sem Resolução requerem que, previamente à instalação dos empre- bases sólidas de discussão. A formação dos profissionais é ge- endimentos, sejam descritas as condições ambientais dos lo- ralmente acompanhada da incessante busca por bolsas e finan- cais onde as futuras obras gerarão seus impactos (uma fase dos ciamentos públicos para o desenvolvimento de projetos de pes- estudos conhecida como “Diagnóstico”). Demandam também quisa e extensão junto às universidades e, sob essa perspectiva, que, posteriormente, os empreendedores apliquem recursos fi- os recursos financeiros investidos pelos empreendedores são, nanceiros para o desenvolvimento dos chamados “Programas muitas vezes, lamentavelmente confundidos com essas fontes de Monitoramento Ambiental”, os quais visam avaliar a real de financiamento. Por vezes são vistos apenas como oportuni- intensidade e alcance dos impactos previstos sobre espécies e dades alternativas ou provisórias de financiar pesquisas de in- ecossistemas. Junto a outros instrumentos de gestão ambien- teresse particular, e não como necessidades das empresas para tal que constam da Política Nacional do Meio Ambiente (como a adequada gestão ambiental de seus empreendimentos, muito a criação e planejamento de Unidades de Conservação e as Ope- menos como uma questão de interesse nacional. Muitos pes- rações de Resgate de Fauna), estas duas esferas de atuação são quisadores no Brasil acreditam, inclusive, que cabe às empresas responsáveis pela descrição de diversas comunidades biológicas prestadoras de serviços na área ambiental arcar indefinidamen- em áreas remotas e pela descoberta de inúmeras novas espécies te com recursos para o desenvolvimento de pesquisas de base, no território nacional. deixando os fundos públicos livres para serem investidos ape- Na condição de país em desenvolvimento, o Brasil tem visto nas em projetos de maior projeção dos grandes nomes e centros a instalação e ampliação de inúmeros novos empreendimentos, da ciência brasileira. o que determina um aporte cada vez maior de recursos finan- Dessa maneira, a atuação de muitos pesquisadores no mer- ceiros das empresas para a elaboração dos EIAs/RIMAs e outros cado de consultoria é comprometida pela sua falta de visão so- instrumentos de gestão ambiental. Este aporte traduz-se na bre o que significa a relação comercial com as empresas contra- consolidação de um mercado promissor para os profissionais tantes e, também, sobre o fato de que os recursos investidos por com atuação nas áreas das ciências naturais, uma vez que são estas destinam-se especificamente à resolução de um problema eles os únicos capazes de gerar conhecimentos fidedignos sobre prático. Isto pode gerar sérios problemas nas relações entre em- os componentes do meio ambiente. O conhecimento sobre os presas e pesquisadores. Entre eles, está o entendimento, por métodos científicos de exploração e descrição dos elementos parte desses últimos, de que os conhecimentos que são gerados naturais, inerentes à formação acadêmica de biólogos, geólo- pelos seus trabalhos são de sua única e exclusiva propriedade gos, geógrafos e ecólogos, entre outros, consiste em uma ferra- intelectual, e que, assim como os estudos puramente acadêmi- menta essencial para a análise adequada dos elementos bióticos cos, o pesquisador pode divulgar o que quiser, quando quiser e e abióticos do meio. Porém, a ênfase ou a quase exclusividade como quiser. Entretanto, na esfera jurídica das relações comer- que é dada a disciplinas curriculares que enfocam o aprendiza- ciais este entendimento não encontra respaldo, especialmente do desses métodos nos cursos acima citados, em detrimento de porque os contratos que são firmados objetivam exatamente a temas como administração, direito e ética (essenciais para um comercialização de conhecimentos, sendo este o produto que o profissional liberal), pode ser uma “faca de dois gumes”. pesquisador ofereceu na sua contratação. Dependendo do teor O quadro que se verifica hoje, nos cursos de graduação e de do contrato, a “propriedade” intelectual passa a ser exatamente pós-graduação nas áreas de ciências naturais nas universidades uma “propriedade” de quem a contratou.

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A visão dos empreendedores é diametralmente oposta à Por sua vez, o Parágrafo Primeiro deste Artigo informa o dos pesquisadores. Acreditam aqueles que os EIAs/RIMAs e os seguinte: programas de monitoramento devam trazer respostas diretas “§ 1º – Para assegurar a efetividade desse direito, incumbe ao Poder e objetivas visando especificamente a minimização e controle Público: dos impactos ambientais. Não aceitam que os estudos em de- … senvolvimento sirvam para justificar novas pesquisas em um III – definir, em todas as unidades da Federação, espaços territo- ciclo interminável de discussões acadêmicas. Esta visão, que riais e seus componentes a serem especialmente protegidos, sendo é correta, é respaldada pela própria Resolução 001/86 do CO- a alteração e a supressão permitidas somente através de lei, vedada NAMA. Entretanto, os empreendedores falham, por sua vez, qualquer utilização que comprometa a integridade dos atributos por não entender que uma análise sobre os componentes do que justifiquem sua proteção; meio ambiente natural – especialmente os biológicos – são su- IV – exigir, na forma da lei, para instalação de obra ou atividade jeitos a uma série de variáveis não controláveis, e que cabe ao potencialmente causadora de significativa degradação do meio pesquisador – e somente a ele – definir o escopo metodológico ambiente, estudo prévio de impacto ambiental, a que se dará básico e correto para o desenvolvimento dos estudos que são publicidade”; requeridos. E, como as respostas nem sempre coincidem com … aquelas que se esperam (como, por exemplo, o registro de es- pécies ameaçadas exatamente nas áreas que são previstas para Assim, tendo-se por base o Caput deste Artigo da Lei Mag- intervenção), acreditam os empreendedores que cláusulas de na do Brasil, vê-se que toda e qualquer tentativa de controle confidencialidade podem ser estabelecidas nos contratos com da informação por força contratual não tem base legal. Esta é a finalidade de se evitar problemas futuros com os órgãos am- uma condição que garante ao pesquisador que o seu trabalho, bientais licenciadores e com a sociedade em geral. Porém, neste mesmo em decorrência de um contrato de prestação de servi- aspecto em particular há um equívoco por parte dos empreen- ços, possa ser devidamente publicado. Porém, evidentemente dedores. Em seu Artigo 11, a Resolução CONAMA estabelece há que se ter um bom senso na relação com o contratante, espe- que, respeitado o sigilo industrial, o RIMA será acessível ao cialmente se é objetivo do profissional manter-se no mercado público, o que implica na impossibilidade de cerceamento da de consultoria. Não há nada na legislação brasileira que obrigue informação. Por sua vez, a Constituição Federal Brasileira, em qualquer empresa a contratar um determinado consultor em seu Artigo 225, informa que: particular, mesmo sendo este o maior detentor de um conhecimento específico. Certamente o mercado irá selecionar os “Art. 225 – Todos têm direito ao meio ambiente ecologicamente consultores que sejam mais tratáveis. Acordos prévios à assina- equilibrado, bem de uso comum do povo e essencial à sadia qualida- tura dos contratos representam a melhor maneira de se evitar de de vida, impondo-se ao Poder Público e à coletividade o dever os embates jurídicos e a dicotomia das relações nesta área de de defendê-lo e preservá-lo para as presentes e futuras gerações”. atuação profissional.

Physalaemus nattereri, Porto Velho, RO. Foto: Diego Meneghelli.

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Anfíbios dos Campos Sulinos: diversidade, lacunas de conhecimento, desafios para conservação e perspectivas

Tiago Gomes dos Santos1, Samanta Iop2, Suélen da Silva Alves2

1 Universidade Federal do Pampa, Campus São Gabriel. Avenida Antônio Trilha, 1.847, CEP 97300‑000, São Gabriel, RS, Brasil. 2 Universidade Federal de Santa Maria. Programa de Pós Graduação em Biodiversidade Animal – Centro de Ciências Naturais e Exatas. Prédio 17, sala 1140‑D. Avenida Roraima, km 29, Camobi, CEP 97105‑900, Santa Maria, RS, Brasil.

DIVERSIDADE E LACUNAS DE CONHECIMENTO estabelecer num determinado sítio (Pillar e Vélez, 2010). Desde o início do Mioceno as espécies de gramíneas na América do Sul Os campos do extremo sul da América do Sul se estendem coevoluíram com grandes herbívoros pastadores, constituintes por uma área de aproximadamente 892.711 mil km2, da megafauna extinta (MacFadden, 1997). No século XVII, o compartilhada por Brasil, Uruguai e Argentina (Fonseca, gado doméstico foi introduzido nos campos (Bencke, 2009; 2013). No extremo sul do Brasil os chamados Campos Sulinos Pillar e Vélez, 2010) e desde então vem desempenhando o representam 13,7 milhões de hectares e estão localizados na papel ecossistêmico antes exercido pela megafauna pastadora Zona Temperada Sul, na transição entre os climas tropical (Pillar e Vélez, 2010). Além da herbivoria, o fogo também e temperado, onde os verões são quentes e os invernos frios é considerado um fator importante na manutenção das (Overbeck et al., 2007) e as chuvas são bem distribuídas ao formações campestres e fisionomia atual (White et al., 2000). longo do ano. Os Campos Sulinos brasileiros ocorrem em dois Muitas gramíneas são beneficiadas com as queimadas (Pillar e biomas: Pampa, inseridos na metade sul e oeste do estado do Vélez, 2010) e há indícios de que as queimadas ocorrem desde Rio Grande do Sul e Mata Atlântica, onde ocorrem de forma o início do Holoceno, provavelmente com origem antrópica descontínua associados às matas com araucária no norte do Rio (Behling e Pillar, 2007). Com exclusão da herbivoria (i.e. gado) Grande do Sul, Santa Catarina e Paraná (IBGE, 2004; Overbeck e das queimadas, os campos sofrem invasão por arbustos e com et al., 2007: Fig. 1). o tempo a floresta tende a se estabelecer (Pillar et al., 2006). Os Campos Sulinos são caracterizados por uma paisagem Por ser uma vegetação pioneira e antiga, os campos composta predominantemente por gramíneas, contudo algumas abrigam uma alta diversidade de espécies típicas da flora e regiões são melhor definidas como um mosaico de campo e de fauna (Boldrini, 2009), contudo esses ecossistemas ainda arbustos esparsos ou manchas isoladas de floresta (estacional ou são pouco conhecidos quanto à biodiversidade (Bond e Parr, ombrófila mista) (Berreta, 2001; Pillar et al., 2012). Diferentes 2010). Somente nos campos do Pampa no Brasil, por exemplo, nomenclaturas tem sido adotadas para se referir aos Campos ocorrem aproximadamente 2.200 mil espécies vegetais, dentre Sulinos brasileiros, como Campos Subtropicais (Veloso, 1966), elas 450 são gramíneas, 450 compostas, 200 leguminosas e 150 Campos Gerais e Pampas (Rizzini, 1979), Campos Sulinos (Joly ciperáceas (Boldrini, 2009). Já nos campos da Mata Atlântica et al., 1999; MMA, 2002; Marchiori, 2004; Pillar et al., 2012), do Rio Grande do Sul ocorrem 1.161 espécies, das quais 107 Estepes (IBGE, 2004), Campos do Sul do Brasil (IBGE, 2004), são endêmicas dos campos (Boldrini et al., 2009). Quanto aos Campos (Overbeck et al., 2007). Embora não haja consenso vertebrados, estima-se que 21 espécies sejam endêmicas dos entre a utilização dessas nomenclaturas entre os pesquisadores Campos Sulinos, porém não há uma estimativa precisa quanto e gestores ambientais, a expressão Campos Sulinos parece à riqueza do grupo (Bencke, 2009). Para os anfíbios, Garcia ser a mais adequada para designar as formações campestres et al., (2007) compilaram uma lista de 50 espécies registradas presentes nos biomas da Mata Atlântica e Pampa, pois resgata na ecorregião dos campos, ou Savana Uruguaia (sensu WWF, uma nomenclatura regional tradicional “Campos” e se refere 2001), que abrange toda a porção brasileira do bioma Pampa, a uma formação campestre brasileira que difere dos demais o território Uruguaio e parte da província argentina de Entre campos (Vélez et al., 2009). Rios. Os Campos Sulinos são originários de um clima frio e seco que Além de abrigar uma alta diversidade de espécies, os já caracterizava a região antes da chegada dos primeiros grupos Campos Sulinos prestam serviços ambientais como o acúmulo humanos (12 mil anos AP), bem antes da expansão natural das de carbono no solo, a conservação dos recursos hídricos e formações florestais no sul do Brasil (Behling et al., 2005; 2009; atuam como fonte de alimento para a atividade pastoril (Pillar Overbeck et al., 2007). Por isso, a vegetação típica de campo é e Vélez, 2010), bem como têm historicamente influenciado a considerada como pioneira e persiste a milhares de anos (Bond cultura regional através das peculiaridades paisagísticas da e Parr, 2010). O clima atual, mais quente e úmido, favorece as região (Suertegaray e Silva, 2009; Cruz e Guadagnin, 2010). formações florestais, no entanto, a dinâmica campo-floresta é No contexto da carência de informações sobre anfíbios em regulada por distúrbios naturais, como herbivoria e queimadas, áreas campestres e da crescente perda dos campos nativos, que interagem para definir se o campo ou a floresta irão se apresentamos aqui um panorama sobre os anfíbios dos Campos

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Figura 1: Anfíbios registrados nos Campos Sulinos do Brasil: contribuição específica (%) conforme padrões de distribuição geográfica das espécies nos diferentes biomas.

Sulinos, a fim resumir informações sobre diversidade, lacunas três espécies da ordem Gymnophiona, pertencentes às famílias em termos de conhecimento, bem como os desafios para Typhlonectidae (01) e Siphonopidae (02) (Tabela 1). A presente conservação e perspectivas de futuros estudos. A ocorrência listagem é uma primeira aproximação e certamente poderá das espécies nos Campos Sulinos do Brasil foi baseada em ser ampliada à medida que novos estudos sejam realizados publicações científicas (inventários, ampliações geográficas em áreas campestres (conforme sugestões abaixo). Apesar das e descrições de novas espécies de anfíbios), sendo excluídos presentes limitações, a riqueza de anfíbios dos Campos Sulinos táxons listados como sp., cf. ou gr. Informações sobre a pode ser considerada elevada, pois representa cerca de 9% dos distribuição geográfica das espécies foram obtidas na base de anfíbios brasileiros. Essa riqueza elevada pode ser resultado da dados da IUCN (IUCN, 2013) e Amphibian Species of the World grande heterogeneidade horizontal reconhecida para a maioria (Frost, 2014) e complementadas com a literatura. dos ecossistemas campestres (ver Hasenack et al., 2010), assim como do contato com a Floresta Atlântica, que é considerada um dos centro de alta diversificação de anfíbios (Haddad et al., RIQUEZA E PADRÕES DE DISTRIBUIÇÃO 2008). Quando comparado com ecossistemas abertos tropicais, DOS ANFÍBIOS DOS CAMPOS SULINOS os Campos Sulinos detém menor riqueza de anfíbios que o Cerrado (141 espécies sensu Bastos, 2007), mas maior riqueza A revisão da literatura resultou na compilação de uma lista que que a reportada para a Caatinga (51 espécies sensu Rodrigues, compreende pelo menos 84 espécies de anfíbios, pertencentes 2003) e o Pantanal (44 espécies sensu Strüssmann et al., 2007). a duas ordens: 81 espécies da ordem Anura (80 nativas e uma Quanto ao padrão de distribuição geográfica, a maioria exótica), distribuídas em oito famílias, Alsodidae (01), Bufonidae das espécies registrada é típica de ecossistemas campestres (16), Ceratophryidae (01), Odontophrynidae (02), Hylidae (37%), sendo que destas, 14% são exclusivas dos campos da (39), Leptodactylidae (19), Microhylidae (02), Ranidae (01) e Mata Atlântica (e.g. Elachistocleis erythrogaster, Hypsiboas

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Tabela 1: Lista de anfíbios registrados em ambientes campestres dos Campos Sulinos brasileiros. RS: Rio Grande do Sul; PR: Paraná; SC: Santa Catarina; CP: espécies que ocorrem nos campos do bioma Pampa; CMA: espécies que ocorrem nos campos do bioma Mata Atlântica; CS: espécies que ocorrem nos Campos Sulinos; A: espécies de ampla distribuição geográfica; MA‑CS: espécies típicas de florestas, mas que também ocorrem nos Campos Sulinos; MA‑CMA: espécies típicas de florestas, mas que também ocorrem nos campos da Mata Atlântica; P/MA: espécies com ampla distribuição geográfica nos biomas Pampa e Mata Atlântica; CH/CP: espécies que ocorrem no Chaco e Pampa. * Espécie exótica. 1) Di-Bernardo et al., 2004; 2) Both et al., 2011; 3) Maragno et al., 2013; 4) Kwet et al., 2006; 5) Loebmann, 2005; 6) Moreira e Maltchik, 2012; 7) Loebmann e Vieira, 2005; 8) Moreira et al., 2010; 9) Oliveira et al., 2013; 10) Quintela et al., 2009; 11) Rodrigues et al., 2008; 12) Machado et al., 2012; 13) Souza-Filho e Conte, 2010; 14) Moreira et al., 2008; 15) Machado e Maltchik, 2010; 16) Kwet et al., 2010; 17) Deiques et al., 2007; 18) Conte e Rossa-Feres, 2007; 19) ICMBio, 2013a; 20) Santos et al., 2008; 21) Both et al., 2009; 22) ICMBio, 2013b; 23) Maneyro e Kwet, 2008; 24) Zank et al., 2014; 25) Garcia e Vinciprova, 1998; 26) Santos et al., 2011; 27) Zank et al., 2013; 28) Steinbach-Padilha, 2008; 29) Crivellari et al., 2011; 30) Garcia e Vinciprova, 2003; 31) Conte, 2001; 32) Cechin e Giasson, 2001; 33) Nunes et al., 2012; 34) Colombo et al., 2008; 35) Soares et al., 2012; 36) Zank et al., 2008; 37) Heyer e Heyer, 2004; 38) Heyer, 1979; 39) Braun e Braun, 1980; 40) Kwet e Di-Bernardo, 1998; 41) Maciel et al., 2013; 42) Both et al., 2011; 43) Lucas et al., 2010; 44) Miranda et al., 2013; 45) Trindade et al., 2010; 46) Borges-Martins et al., 2007.

Ordem/Família/Espécie RS SC PR Referências Distribuição ANURA Alsodidae Limnomedusa macroglossa (Duméril e Bibron, 1841) 1 0 0 1, 2, 45 P/MA Bufonidae Melanophryniscus atroluteus (Miranda-Ribeiro, 1920) 1 0 0 16, 23, 24 CS Melanophryniscus cambaraensis Braun e Braun, 1979 1 0 0 16, 24 CMA Melanophryniscus devincenzii Klappenbach, 1968 1 0 0 24 P/MA Melanophryniscus dorsalis (Mertens, 1933) 1 0 0 10, 24, 30, 34 CS Melanophryniscus montevidensis (Philippi, 1902) 1 0 0 23 CP Melanophryniscus pachyrhynus (Miranda-Ribeiro, 1920) 1 0 0 23, 24, 26, 45 CP Melanophryniscus sanmartini Klappenbach, 1968 1 0 0 24, 27 CP Melanophryniscus simplex Caramaschi e Cruz, 2002 1 1 0 16, 24 CMA Melanophryniscus tumifrons (Boulenger, 1905) 1 0 0 24 CS Melanophryniscus vilavelhensis Steinbach-Padilha, 2008 0 0 1 28 CMA Rhinella achavali (Maneyro, Arrieta e de Sá, 2004) 1 0 0 3, 4, 23, 45 CS Rhinella arenarum (Hensel, 1867) 1 0 0 5, 6, 7, 8, 9, 10, 23, 34, 46 A Rhinella dorbignyi (Duméril e Bibron, 1841) 1 0 0 5, 6, 7, 8, 10, 11, 12, 13, 23 CP Rhinella fernandezae (Gallardo, 1957) 1 0 0 9, 14, 15, 23, 46 A Rhinella icterica (Spix, 1824) 1 1 1 16, 17, 18, 19, 20, 21, 22, 23, 34 MA‑CS Rhinella schneideri (Werner, 1894) 1 0 0 23 A Ceratophryidae Ceratophrys ornata (Bell, 1843) 1 0 0 30 CP Hylidae Aplastodiscus perviridis Lutz, 1950 1 1 1 16, 17, 21, 22, 29, 45 MA‑CS Dendropsophus microps (Peters, 1872) 1 0 1 17, 21, 29 MA‑C Dendropsophus minutus (Peters, 1872) 1 1 1 1, 2, 5, 6, 7, 8, 10, 11, 12, 13, 15, 16, 17, 18, 19, 20, A 21, 22, 29, 34, 45, 46 Dendropsophus nahdereri (Lutz e Bokermann, 1963) 0 1 1 25, 31 MA‑C Dendropsophus nanus (Boulenger, 1889) 1 0 0 32 A Dendropsophus sanborni (Schmidt, 1944) 1 1 1 1, 5, 6, 7, 8, 10, 11, 12, 13, 14, 15,16, 17, 18, 20, 22, A 29, 34, 46 Hypsiboas albopunctatus (Spix, 1824) 1 0 1 2, 20, 25, 29 A Hypsiboas bischoffi (Boulenger, 1887) 1 0 1 18, 21, 29 MA‑C Hypsiboas caingua (Carrizo, 1991) 1 0 0 25 A Hypsiboas faber (Wied-Neuwied, 1821) 1 0 1 11, 16, 17, 18, 21, 29, 34, 46 MA‑CS Hypsiboas guentheri (Boulenger, 1886) 1 1 0 14, 16, 34 MA‑CS Hypsiboas joaquini (Lutz, 1968) 1 1 0 16 CMA Hypsiboas leptolineatus (Braun e Braun, 1977) 1 1 1 16, 17, 19, 21, 22 CMA Hypsiboas prasinus (Burmeister, 1856) 1 1 1 16, 18, 19, 22, 29 MA‑C Hypsiboas pulchellus (Duméril e Bibron, 1841) 1 1 0 1, 2, 5, 6, 7, 8, 9, 10, 11, 12, 13, 14, 15, 16, 17, 20, CS 22, 34, 45, 46 Hypsiboas aff. joaquini 1 0 0 16 CMA Phyllomedusa azurea Cope, 1862 0 1 0 43 A Phyllomedusa distincta Lutz, 1950 1 0 0 21 MA‑C Phyllomedusa iheringii Boulenger, 1885 1 0 0 1, 2, 20, 45 CP Phyllomedusa tetraploidea Pombal e Haddad, 1992 0 0 1 29 MA‑C Pseudis cardosoi Kwet, 2000 1 1 1 16, 17, 21, 22, CMA Pseudis minuta Günther, 1858 1 0 0 1, 2, 3, 5, 6, 7, 8, 9, 10, 11, 12, 13, 14, 15, 20, 45, 46 CP

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Ordem/Família/Espécie RS SC PR Referências Distribuição Scinax aromothyella Faivovich, 2005 1 0 1 16, 21, 17, 29 P/MA Scinax berthae (Barrio, 1962) 1 0 1 6, 14,18, 20, 34, 46 A Scinax catharinae (Boulenger, 1888) 1 0 0 21 MA‑C Scinax fuscovarius (Lutz, 1925) 1 1 1 1, 2, 5, 6, 10, 11, 12, 13,16, 18, 19, 20, 21, 22, 29, A 34, 45 Scinax granulatus (Peters, 1871) 1 1 1 1, 2, 14, 16, 17, 19, 20, 21, 22, 45 CS Scinax imbegue Nunes, Kwet e Pombal, 2012 0 1 0 33 MA‑C Scinax nasicus (Cope, 1862) 1 0 0 20 A Scinax perereca Pombal, Haddad e Kasahara, 1995 1 1 1 1, 16, 18, 21, 22, 29 MA‑C Scinax rizibilis (Bokermann, 1964) 1 0 1 16, 29 MA‑C Scinax squalirostris (Lutz, 1925) 1 1 1 1, 5, 6, 7, 9, 10, 11, 12, 13, 15, 16, 17, 19, 20, 21, 22, A 29, 34, 46 Scinax tymbamirim Nunes, Kwet e Pombal, 2012 1 0 0 16, 33, 46 CS Scinax uruguayus (Schmidt, 1944) 1 1 1 1, 16, 22, 45 CS Sphaenorhynchus caramaschi Toledo, Garcia, Lingnau e 1 0 0 34 CMA Haddad, 2007 Sphaenorhynchus surdus (Cochran, 1953) 1 1 1 16, 18, 25, 30 CMA Trachycephalus dibernardoi Kwet e Solé, 2008 0 0 1 18 MA‑C Trachycephalus mesophaeus (Hensel, 1867) 1 0 0 16 MA‑CS Trachycephalus typhonius (Linnaeus, 1758) 1 0 0 35 A Leptodactylidae Leptodactylus chaquensis Cei, 1950 1 0 0 2, 3, 25, 45 A Leptodactylus furnarius Sazima e Bokermann, 1978 1 0 0 30, 36, 37 A Leptodactylus fuscus (Schneider, 1799) 1 0 1 2, 3, 14, 20, 29, 45, 46 A Leptodactylus gracilis (Duméril e Bibron, 1840) 1 1 1 1, 2, 3, 5, 6, 7, 8, 9, 10, 12, 14, 15, 16, 20, 22, 29, 34, A 45, 46 Leptodactylus labyrinthicus (Spix, 1824) 1 0 0 30, 38, 43 A Leptodactylus latinasus Jiménez de la Espada, 1875 1 0 0 1, 2, 3, 5, 14, 20, 45, 46 CH/CP Leptodactylus latrans (Steffen, 1815) 1 1 1 1, 2, 3, 5, 6, 7, 8, 9, 10, 11, 12, 13, 15, 16, 17, 18, 19, A 21, 22, 29, 34, 45, 46 Leptodactylus mystacinus (Burmeister, 1861) 1 0 0 1, 2, 3, 13, 16, 20, 45, 46 A Leptodactylus notoaktites Heyer, 1978 0 0 1 18 MA‑C Leptodactylus plaumanni Ahl, 1936 1 1 1 16, 17, 19, 21, 22 MA‑C Physalaemus biligonigerus (Cope, 1861) 1 0 0 1, 2, 3, 5, 6, 7, 8, 9, 10, 12, 13, 15, 20, 34, 45, 46 A Physalaemus cuvieri Fitzinger, 1826 1 1 1 2, 3, 11, 13, 14, 16, 17, 18, 19, 20, 21, 22, 34, 45, 46 A Physalaemus gracilis (Boulenger, 1883) 1 0 0 1, 2, 5, 6, 7, 8, 9, 10, 11, 12, 13, 14, 15, 34, 45, 46 CP Physalaemus henselii (Peters, 1872) 1 0 0 3, 6, 13, 20, 45, 46 CS Physalaemus lisei Braun e Braun, 1977 1 0 0 14, 16, 34 CS Physalaemus riograndensis Milstead, 1960 1 0 0 1, 2, 3, 12, 20, 34 CH/CP Physalaemus aff. gracilis 1 1 1 16, 17, 18, 19, 21, 22, 29 CMA Pleurodema aff. bibroni 1 1 1 16, 19 CMA Pseudopaludicola falcipes (Hensel, 1867) 1 0 0 1, 2, 3, 5, 6, 7, 8, 9, 10, 11, 12, 13, 14, 15, 16, 20, 34, A 45, 46 Microhylidae Elachistocleis bicolor (Guérin-Méneville, 1838) 1 1 1 1, 2, 3, 5, 6, 9, 10, 13, 14, 16, 17, 18, 20, 22, 34, 45, A 46 Elachistocleis erythrogaster Kwet e Di-Bernardo, 1998 1 0 0 16, 30, 40 CMA Odontophrynidae Odontophrynus americanus (Duméril e Bibron, 1841) 1 1 1 1, 3, 5, 7, 10, 13, 14, 16, 17, 18, 20, 22, 29, 45, 46 A Odontophrynus maisuma Rosset, 2008 1 0 0 6, 8, 9, 15, 34 CP Ranidae Lithobates catesbeianus (Shaw, 1802)* 1 0 0 20, 34, 42 A GYMNOPHIONA Siphonopidae Siphonops annulatus (Mikan, 1820) 1 0 0 41 A Siphonops paulensis Boettger, 1892 1 0 1 29, 44 A Typhlonectidae Chthonerpeton indistinctum (Reinhardt e Lütken, 1862) 1 0 0 15 A Riqueza total 77 28 35

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joaquini, Melanophryniscus cambaraensis, Pseudis cardosoi e ameaça global (IUCN, 2013): Melanophryniscus devincenzii (EN), Sphaenorhynchus surdus), 11% exclusivas dos campos do Pampa M. dorsalis (VU), M. montevidensis (VU), M. sanmartini (NT), (e.g. Ceratophrys ornata, Phyllomedusa iheringii, Physalaemus Ceratophrys ornata (NT) e Elachistocleis erythrogaster (NT). gracilis, M. pachyrhynus, Rhinella dorbignyi) e os 12% restantes Em escala nacional 3,6% das espécies estão ameaçadas (Subirá ocorrem em campos de ambos os biomas (e.g. H. pulchellus, et al., 2013): Melanophryniscus cambaraensis (VU), M. dorsalis M. atroluteus, P. henselii, R. achavali, Scinax uruguayus). A (VU) e M. montevidensis (NT). contribuição das espécies de ampla distribuição geográfica A perda e fragmentação de habitat são consideradas as na composição dos anfíbios é de 36% (e.g. Dendropsophus principais ameaças à conservação da biodiversidade (Ehrlich, minutus, Leptodactylus latrans, P. cuvieri, Pseudopaludicola 1997) e também as principais ameaças aos anfíbios dos Campos falcipes, S. fuscovarius). As espécies de distribuição florestal Sulinos (Garcia e Vinciprova, 2003), mas a introdução de espécies atlântica, mas que ocasionalmente utilizam áreas campestres exóticas e as mudanças climáticas também podem ser elencadas representam 21% da riqueza, destes 15% ocorrem nos campos como importantes fatores no contexto atual (Pillar et al., 2009; da Mata Atlântica (e.g. D. micros, H. bischoffi, P. distincta, Hayes et al., 2010). De fato, os ecossistemas campestres são os S. perereca, Trachycephalus dibernardoi) e 6% nos Campos Sulinos mais visados e transformados pelo homem (Townsend et al., (Aplastodiscus perviridis, H. faber, H. guentheri, R. icterica, 2010) para a produção de alimento (White et al., 2000; Allaby, T. mesophaeus). Espécies que apresentam ampla distribuição 2006). Dentre as atividades antropogênicas historicamente nos biomas da Mata Atlântica e Pampa representaram 4% desenvolvidas sobre os Campos Sulinos, a pecuária extensiva (Limnomedusa macroglossa, M. devincenzii, S. aromothyella), e bem manejada tem sido considerada a menos impactante, pois espécies com distribuição Chaco-Pampeana totalizam 2% da a manutenção da vegetação campestre depende de distúrbios, riqueza compilada (L. latinasus, P. riograndensis) (Fig. 1). Na como a pressão de pastoreio (Pillar e Vélez, 2010). Entretanto, presente análise, a expressiva contribuição de espécies com as mudanças observadas na matriz produtiva durante as distribuição restrita aos ambientes campestres demonstra últimas décadas impulsionaram a rápida substituição da criação a importância desses ecossistemas para a fauna de anfíbios do gado por atividades agrícolas, especialmente centradas no sul-americana. Exemplo disso são espécies do gênero plantio de soja, na silvicultura e rizicultura (Pillar et al., 2009). Melanophryniscus, que apresentam alta taxa de endemismo Tais atividades têm profundamente transformado a paisagem e centro de diversificação nas formações abertas da zona dos Campos Sulinos e são consideradas as maiores ameaças à subtropical/temperada da América do Sul (Bencke, 2009). conservação da biodiversidade nos ecossistemas campestres Quando considerados apenas trabalhos de levantamento (White et al., 2000; MMA, 2007; Bencke, 2009; Pillar et al., de espécies, o maior número de publicações envolvendo a 2009; Santos e Trevisan, 2009). No estado do Rio Grande do fauna de anfíbios dos Campos Sulinos está concentrado no Sul, por exemplo, somente no período de 2002 a 2008 a área Rio Grande do Sul (18), seguido do Paraná (03). Para o estado de silvicultura aumentou em 30%, sendo a maior parte sobre de Santa Catarina falhamos em encontrar publicações de áreas campestres (Bencke, 2009; Gautreau e Vélez, 2011), e em levantamentos de anfíbios em áreas campestres. De fato, o 2014 a área destinada a esse setor já atinge 738 mil ha (SEAPA/ maior número de publicações no Rio Grande do Sul parece estar RS, 2014). O mesmo ocorre com a expansão da soja, a qual nos relacionado ao contexto histórico de herpetólogos residentes últimos três anos apresentou aumento em área de quase 20% no estado. Apesar disso, algumas áreas campestres no Rio (aproximadamente 400 mil ha), principalmente na região da Grande do Sul ainda carecem de inventários como, os campos metade sul do estado (SEAPA/RS, 2014), predominantemente da Mata Atlântica e a região oeste dos campos do Pampa. Por campestre. Com relação à rizicultura, Rio Grande do Sul, outro lado, os estudos de inventário de anfíbios no Paraná Santa Catarina e Paraná atualmente produzem 60% do arroz aumentaram nas últimas décadas, mas estão concentrados em do Brasil, totalizando 6,5 milhões ha cultivados (EMBRAPA, áreas florestais, incluindo Floresta com Araucária e Ombrófila 2005) e a maior área de produção está no Rio Grande do Sul Densa (e.g. Conte e Machado, 2005; Conte e Rossa-Feres, 2006; (aproximadamente 1.076.472 ha), principalmente nas várzeas 2007; Armstrong e Conte, 2010), bem como Floresta Estacional das terras baixas (SEAPA/RS, 2014). (e.g. Bernarde e Machado, 2000; Machado e Bernarde, 2002; Obviamente que tamanha conversão de habitat devido Machado et al., 1999). Padrão similar ocorre em Santa Catarina à expansão da soja, silvicultura e rizicultura se traduz em onde historicamente os inventários também foram realizados impactos sobre os anfíbios dos Campos Sulinos. Estudos em áreas florestais (e.g. Bastiani e Lucas, 2013; Lucas e mostraram que a áreas campestres do bioma Pampa convertidas Marocco, 2011; Lucas e Fortes 2008; Hartmann et al., 2008). em monocultivos de Pinus e Eucalyptus não foram capazes Nesse sentido, a prioridade de esforços em levantamentos de de manter a estrutura das comunidades de anfíbios anuros anfíbios nos Campos Sulinos deve se concentrar nos campos da (Machado et al., 2012; Alves et al., 2014). O cultivo de arroz Mata Atlântica e na região oeste do Pampa. também apresentou impactos negativos sobre a anurofauna, pois essas áreas apresentaram riqueza e abundância de espécies menores do que áreas nativas de campo alagado (Machado e DESAFIOS PARA CONSERVAÇÃO E PERSPECTIVAS Maltchick, 2010). Assim, apesar de ainda serem poucos os estudos que avaliam o impacto de monoculturas, estes indicam Pelo menos 7,1% das espécies de anfíbios dos Campos que os anfíbios de ecossistemas abertos, como os Campos Sulinos são atualmente enquadradas em alguma categoria de Sulinos, são susceptíveis às mudanças na paisagem e que

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medidas conservacionistas urgentes são requeridas frente à desejamos que esforços políticos sejam empregados para que conversão de hábitat em larga escala. outras UC sejam criadas e/ou consolidadas em áreas prioritárias As mudanças climáticas também têm sido apontadas como para a conservação dos anfíbios dos Campos Sulinos, sobretudo ameaça adicional aos anfíbios (Duarte et al., 2012). Nos Campos nos campos do bioma Pampa. Sulinos, cinco espécies de Melanophryniscus estão ameaçadas e Por fim, a própria terminologia ambiental, com um “Código podem perder sua área de distribuição potencial até 2080 em Florestal Brasileiro”, e o uso indiscriminado de termos como função das alterações climáticas projetadas (Zank et al., 2014). “desmatamento” acabam por aprofundar a ideia de que os campos Outra ameaça aos anfíbios nativos dos Campos Sulinos é a rã- nativos (e toda a biodiversidade associada aos ecossistemas touro (Lithobates catesbeianus), espécie exótica que apresenta campestres) são menos importantes do que as florestas. Assim, melhor desempenho metabólico em condições climas tropicais Reserva Legal e Área de Proteção Permanente são na maioria e subtropicais (Adams, 2000; Diaz de Pascual, 2002; Kaefer, das vezes compreendidas pela população como sinônimos de 2007). Embora no Brasil a rã-touro seja encontrada mais preservação exclusiva de florestas, incentivando a supressão de comumente em áreas florestais da Mata Atlântica, existem vegetação campestre e consequentemente acelerando a perda registros em áreas campestres (Both et al., 2011). A rã-touro de hábitat observada na atualidade. De fato, a conservação compete por recursos com as espécies nativas, principalmente dos anfíbios dos Campos Sulinos está inexoravelmente ligada no nicho acústico (Both et al., 2012) e se alimenta de espécies ao futuro dos campos. Entretanto, as metas produtivistas nativas (Boelter et al., 2012). Além disso, L. catesbeianus estabelecidas pelo governo são desproporcionalmente maiores age como vetor do fungo Batrachochytridium dendrobatides, que as tímidas sinalizações deste em prol da conservação da relacionado com o declínio mundial de anfíbios (Berger et al., biodiversidade dos ecossistemas campestres. Por exemplo, se 1998; Daszak et al., 2004). por um lado foi prometido um aumento do número de áreas A adoção de políticas públicas ambientais especificamente de preservação no bioma Pampa (Seminário Internacional do comprometidas com a conservação dos ecossistemas campestres, bioma Pampa, 2014), por outro existem metas contundentes como por exemplo, a identificação e criação de áreas prioritárias para a ampliação do plantio de soja e milho em pelo menos para conservação, podem contribuir para minimizar a situação dois milhões de hectares sobre os remanescentes campestres crítica dos ecossistemas campestres, até então negligenciados. da metade sul do Rio Grande do Sul na próxima década Um exemplo atual foi a criação do Refúgio de Vida Silvestre dos (SEAPA/RS, 2014), bem como propostas de simplificação Campos de Palmas no Paraná (DECRETO Presidencial, 2006), do licenciamento da silvicultura (Jornal Correio do Povo uma área de alta prioridade para a conservação dos anfíbios dos 31/05/2014). Assim, a esperança de reversão ou amenização Campos Sulinos (MMA, 2000). Entretanto, atualmente apenas desse cenário sombrio talvez resida em ações paralelas, 453 km² dos Campos Sulinos estão protegidos em Unidades de envolvendo a academia e o setor produtivo. Estas incluem, Conservação (UC) de proteção integral, o que equivale a menos por exemplo, os esforços multi-institucionais da Rede Campos de 0,5% da área total, sendo que a maior parte desse percentual Sulinos (www.ufrgs.br/redecampossulinos), formada por mais se refere aos mosaicos de campos e floresta com Araucária, nos de 30 grupos de pesquisa (incluindo estudos com anfíbios) cujo Parques Nacionais dos Aparados da Serra, da Serra Geral e de objetivo é a geração, organização e difusão de conhecimento São Joaquim (norte do Rio Grande do Sul e Santa Catarina; sobre os campos do sul do Brasil. Outra iniciativa importante MMA, 2000). Por outro lado, a maior cobertura campestre são esforços internacionais da Alianza Del Pastizal (www. remanescente se encontra no Rio Grande do Sul e ainda assim alianzadelpastizal.org/en), organização com representações o bioma Pampa detém a menor representatividade de áreas do Uruguai, Paraguai, Brasil e Argentina, cuja plataforma naturais protegidas no Sistema Nacional de Unidades de visa o incentivo à conservação dos campos nativos de áreas Conservação (MMA, 2007), gerando um dos maiores contrastes privadas no Cone sul da América do Sul, sua biodiversidade e nacionais frente ao intenso uso e expansão do setor agrícola serviços ecossistêmicos associados. Como sugestões finais, os (Ferreira et al., 2012). Além de existirem poucas UC, a maioria esforços de pesquisas com viés conservacionista sobre anfíbios delas consta apenas como criada, mas não implantada (Brandão dos Campos Sulinos deveriam centram-se principalmente em et al., 2007, Vélez et al., 2009) e a inadequabilidade das poucas questões como: i) história natural das espécies; ii) efeitos da UC existentes também dificulta a manutenção da fisionomia fragmentação de habitat sobre comunidades e populações, iii) e da biodiversidade campestre, pois esse tipo de ecossistema efeitos dos agrotóxicos e, iv) efeitos das diferentes práticas de necessita de manejo específico para evitar a invasão de espécies manejo dos campos nativos (e.g. intensidades de pastoreio). arbustivas e arbóreas (Pillar e Vélez, 2010). A intensa expansão da agricultura e silvicultura, aliados ao baixo número de UC nos campos gaúchos (Overback et al., 2007; Pillar e Vélez, 2010), AGRADECIMENTOS por exemplo, historicamente fizeram com que atualmente tenhamos apenas 50% da cobertura original do bioma Pampa TGS é grato ao CNPq pela bolsa de pesquisa e SI e SAS (Cordeiro e Hasenack, 2009). Grande parte das áreas indicadas agradecem a Capes pelas bolsas concedidas. Os autores como sendo prioritárias para a conservação das espécies de agradecem também ao projeto SISBIOTA – Biodiversidade dos anfíbios dos Campos Sulinos estão localizadas no bioma Pampa Campos e dos Ecótonos Campo-Floresta no Sul do Brasil: Bases (MMA, 2000), mas desde sua publicação nenhuma unidade de Ecológicas para sua conservação e Uso Sustentável (CNPq/ conversação foi efetivamente criada no bioma. Sendo assim, FAPERGS nº 563271/2010‑8).

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Herpetologia Brasileira - Volume 3 - Número 2 - Julho de 2014 60 Notas de História Natural

Trachycephalus typhonius (Hylidae, Lophiohylini): Necrophilia and brief comments on amplectant behavior

Dagmar Lilian de Moura1,*, Daniel Loebmann1

1 Universidade Federal do Rio Grande (FURG), Instituto de Ciências Biológicas, Laboratório de Vertebrados Ectotérmicos. Avenida Itália, km 8, Carreiros, CEP 96203‑900, Rio Grande, RS, Brazil. * Corresponding author: [email protected]

As currently recognized the tribe Lophiohylini Miranda-Ri- exotrophic tadpoles develop at the same site (Haddad and Pra- beiro, 1926 is composed of nine genera and 65 species (Frost, do, 2005; Prado et al., 2005, Vieira et al., 2009). 2014). Among species of this tribe the Veined Treefrog Tra- Necrophilia, also known as Davian behavior or necrogamy, chycephalus typhonius (Linnaeus, 1758) is widely distributed, has been reported frequently for anurans in the recent years, gen- occurring from southern Mexico to northern Argentina (La erally during explosive reproductive events, when one or more Marca et al., 2010). The species is a typically explosive breeder, males drowns a female accidentally during mating (e.g., Bettaso and it is common to observe many individuals aggregating at et al., 2008; Sinovas, 2009; Brito et al., 2012; Izzo et al., 2012). breeding sites after heavy rains (Prado et al., 2005; Rodrigues The amplexus, i.e. the behavior of males embracing females et al., 2005; Loebmann, 2013). Males and females can be found during mating, varies considerably among species both mor- in lentic water bodies where they mate and lay eggs. Their phologically and phylogenetically (see review in Duellman &

Figure 1. A‑C) Three amplected pairs of Trachycephalus typhonius. In all situations, note males in axillary amplexus with two fingers on the forelimbs. D) A male of T. typhonius amplected with a dead female, characterizing a case of necrophilia. All observations were conducted at the municipality of Ubajara, state of Ceará, northeastern Brazil.

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Trueb, 1994). Axillary amplexus is clearly the most common REFERENCES mating position in anurans (Haddad et al., 2013). Therefore, it is reasonable to expect variation of this behavior among dis- Bettaso, J., A. Haggarty and E. Russel. 2008. Rana boylii (Foothill Yellow- tinct lineages. Herein, we report a case of necrophilia in T. ty- -legged Frog). Necrogamy. Herpetological Review, 39: 462. Brito, L.B.M., I. R. Joventino, S. C. Ribeiro and P. Gascon. 2012. Necro- phonius, after an event of explosive reproduction in the Caat- philiac behavior in the “cururu” toad, Rhinella jimi Steuvax, 2002, (Anura, inga domain in Brazil. Additionally, we provide brief comments Bufonidae) from Northeastern Brazil. North-Western Journal of Zoology, on axillary amplexus behavior. 8: 365‑366. On 22 January 2008 at 22:00 h, one of us (D. Loebmann) Costa, H.C., E. T. Silva, P. S. Campos, M. P. C. Oliveira, A. V. Nunes and P. S. Santos. 2010. The Corpse Bride: a case of Davian Behavior in the observed a multi-species explosive breeding event in a tem- Green Ameiva (Ameiva ameiva) in southeastern Brazil. Herpetology Notes, porary pond in Ubajara, state of Ceará, northeastern Brazil 3: 79‑83. (03º51’08.2”S; 40º56’16.7”W; 845 m above sea level; DATUM= Duellman, W.E. and L. Trueb. 1994. Biology of Amphibians. The Johns Ho- WGS84). Besides T. typhonius, five other species were breeding pkins University Press. Baltimore. Frost, D. R. 2014. Amphibian Species of the World: an Online Reference, v. simultaneously: Leptodactylus macrosternum, Dendropsophus 6.0. July 05, 2014, http://research.amnh.org/herpetology/amphibia/in- soaresi, Physalaemus cuvieri, Rhinella granulosa, and Dendropso- dex.html. phus minutus. Haddad, C.F.B. and C. P. A. Prado. 2005. Reproductive modes in frogs and Among mating individuals of T. typhonius it was possible to their unexpected diversity in the Atlantic forest of Brazil. Bioscience, 55: 207‑217. observe that all males used axillary amplexus. The individuals Haddad, C.F.B., L. F. Toledo, C. A. P. Prado, D. Loebmann, J. L. Gasparini observed (n = 5) positioned only two fingers in the axillary re- and I. Sazima. 2013. Guia dos Anfíbios da Mata Atlântica: Diversidade gion and the other two on the forelimbs (Figure 1A‑C). Simi- e Biologia / Guide to the Amphibians of the Atlantic Forest: Diversity and lar behavior was previously observed in other genera, such as Biology. Anolis Books. São Paulo. Izzo, T.J., D. J. Rodrigues, M. Menin, A. P. Lima and W. E. Magnusson. Litoria (Hylidae), Chiromantis (Rhacophoridae), and Pristiman- 2012. Functional necrophilia: a profitable anuran reproductive strategy? tis (Craugastoridae) (Duellman and Trueb, 1994). Although no Journal of Natural History, 46: 2961–2967. phylogenetic pattern is associated with this behavior, all cases La Marca, E., C. Azevedo-Ramos, N. Scott, L. Aquino, D. Silvano, L. A. correspond to taxa with expanded digital discs on the fingers, Coloma, S. Ron, J. Faivovich, G. Santos-Barrera, F. Solís, R. Ibáñez, F. Bolaños, L. D. Wilson and J. Hardy. 2010. Trachycephalus venulosus. suggesting that this behavior may be related to this morpho- IUCN Red List of Threatened Species. International Union for the Conser- logical constraint. vation of Nature. June, 29th, 2014. www.iucnredlist.org/details/55824/0. On the same night, a male T. typhonius was found amplexing Loebmann, D. 2013. A record of Trachycephalus typhonius (Linnaeus, 1758) a dead female (Figure 1D), characterizing a Davian behavior. preying upon Dendropsophus soaresi (Caramaschi and Jim, 1983) (Anura, Hylidae). Herpetology Notes, 6: 275‑276. The female was already presenting some degree of putrefac- Prado, C.P.A., M. Uetanabaro and C. F. B. Haddad. 2005. Breeding activi- tion, suggesting that its death occurred on the previous night. ty patterns, reproductive modes, and habitat use by anurans (Amphibia) To our knowledge, this is the first report of necrophilia for in a seasonal environment in the Pantanal, Brazil. Amphibia-Reptilia, 26: a species of Lophiohylini. Necrophilia has been considered a be- 211‑221. Rodrigues, D.J., M. Uetanabaro and F. S. Lopes. 2005. Reproductive pat- havioral mistake (Costa et al., 2010). However, Davian behavior terns of Trachycephalus venulosus (Laurenti, 1768) and Scinax fuscovarius may be surprisingly functional in anurans (Izzo et al., 2012), (Lutz, 1925) from the Cerrado, Central Brazil. Journal of Natural History, since most species have external fertilization. Unfortunately, 39: 3217–3226. we are unable to confirm that the male of T. typhonius that em- Sinovas, P. 2009. Bombina variegata (Yellow Fire-bellied Toad). Mating behavior. Herpetological Review, 40: 199. braced the dead female had successfully fertilized her oocytes. Vieira, W.L.S., G. G. Santana and C. Arzabe. 2009. Diversity of reproduc- This report contributes to the knowledge on the reproductive tive modes in anurans communities in the Caatinga (dryland) of northeas- behavior of T. typhonius. tern Brazil. Biodiversity and Conservation, 18: 55‑66.

Micrurus surinamensis, Porto Velho, RO. Foto: Diego Meneghelli.

Herpetologia Brasileira - Volume 3 - Número 2 - Julho de 2014 Instruções para Autores

INSTRUÇÕES GERAIS Apêndices, tabelas, legendas das figuras

Para sugerir informação ou temas a serem incluídos nas se- Esses itens devem ser organizados em sequência, depois das ções de Notícias, Trabalhos Recentes e Mudanças Taxonômi- Referências Bibliografias. cas, entre em contato com os Editores responsáveis da seção correspondente. Apêndices Para todas as outras seções, os manuscritos devem ser sub- metidos via correio eletrônico para os Editores indicados para Os apêndices devem ser numerados usando números romanos cada seção (ver Corpo Editorial). Os artigos devem ser escritos na mesma sequência em que aparecem no texto. Por exemplo, somente em português, exceto para as seções de História Natu- Apêndice I: Espécimes Examinados. ral e Métodos, que também publicarão contribuições em inglês. Todos os artigos devem incluir o título, os autores com filiação, o corpo do texto, os agradecimentos e a lista de referências bi- Tabelas bliográficas. Os manuscritos em inglês que não atingirem o nível de gramática e ortografia semelhante ao de uma As tabelas devem ser numeradas na mesma sequência em que pessoa nativa de pais de língua inglesa serão devolvidos aparecem no texto. Devem ser formatadas com linhas horizon- para correção ou tradução para português. tais e sem linhas verticais.

Referências Bibliográficas Figuras

As citações no texto devem ser organizadas primeiro em ordem As figuras devem ser numeradas na mesma sequência em que cronológica e segundo em ordem alfabética, de acordo com o aparecem no texto. As legendas devem incluir informação su- seguinte formato: Silva (1998)…, Silva (1999: 14‑20)…, Silva ficiente para que sejam entendidas sem que seja necessária a (1998: figs. 1, 2)…, Silva (1998a, b)…, Silva e Oliveira (1998)…, leitura do corpo do texto. Figuras compostas devem ser sub- (Silva e Oliveira, 1998a, b; Adams, 2000)…, (H. R. Silva, metidas como um arquivo único. Cada parte de uma figura com. pess.)…, e Silva et al. (1998) para mais de dois autores. composta deve ser identificada (preferencialmente com letra maiúscula Arial de tamanho 8‑12 pontos) e descrita na legen- A seção de Referências Bibliográficas deve ser organizada pri- da. As figuras devem ser submetidas em arquivos separados de meiro em ordem alfabética e, em seguida, em ordem cronológi- alta resolução (300 dpi e tamanho de impressão de pelo menos ca, de acordo com o seguinte formato: 18 cm de largura) em formato JPG ou EPS.

Artigo de revista: Silva, H. R., H. Oliveira e S. Rangel. Ano. Título. Nome completo Instruções especiais para Notas de História Natural da revista, 00:000‑000. No corpo do texto, os autores devem indicar claramente a rele- Livro: vância da observação descrita. O uso de figuras deve ser enco- Silva, H. R. Ano. Título. Editora, Lugar, 000 pp. rajado. O título deve iniciar com a espécie alvo da nota, seguida pela posição taxonômica e pelo assunto (incluindo a identidade Capítulo em livro: do predador, parasita etc., ao menor nível taxonômico possí- Silva, H. R. Ano. Título do capítulo; pp. 000‑000. In: H. Olivei- vel). Veja exemplos neste número. ra, e S. Rangel (Eds.), Título do Livro. Editora, local.

Dissertações e teses: Silva, H. R. Ano. Título. Tese de doutorado ou Dissertação de mestrado, Universidade, local, 000 pp.

Página de Internet: Silva, H. R. Data da página. Título da seção ou página particular. Título da página geral. Data da consulta, URL.